/
Автор: Шалимов С.А. Радзиховский А.П. Кейсевич Л.В.
Теги: хирургия ортопедия офтальмология медицина практическая медицина руководство для врачей экспериментальная хирургия
ISBN: 5-225-01491-7
Год: 1989
Текст
С. А ШАЛИМОВ
АП РАДЗИХОВСКИЙ
Л.В.КЕЙСЕВИЧ
С. А. ШАЛИМОВ
А.П. РАДЗИХОВСКИЙ
Л.В.КЕЙСЕВИЧ
РУКОВОДСТВО
по
ЭКСПЕРИМЕНТАЛЬНОЙ
ХИРУРГИИ
Москва « Медицина» 1989
ББК 54.54
Ш 18
УДК 617-089-092.9(035)
Рецензенты: Ю, М. Лопухин, акад. АМН СССР;
И. Ф. Матюшин, д-р мед. наук
Шалимов С. А. и др.
Ш 18 Руководство по экспериментальной хирургии/С. А. Шали-
мов, А. П. Радзиховский, Л. В. Кейсевич. — М.: Медицина,
1989. —272 с.: ил.
ISBN 5—225—01491—7
В руководстве обобщены принципы экспериментальнной хирургии,
методы исследования, основанные на показателях неспецифической им-
мунной резистентности, гуморальных и клеточных факторах иммунитета.
Описано хирургическое моделирование некоторых воспалительных забо-
леваний, нарушений системы свертывания крови, патологических про-
цессов в органах и системах, аллотрансплантаций. Представлены разра-
ботанные авторами новые методы исследования, моделирования заболе-
ваний и операций на животных.
Книга предназначена для хирургов,, патофизиодогов, морфологов.
4108050000—165
039(01)—89
39—89
ББК 54.54
ISBN 5—225—01491—7
© Издательство «Медицинам
/Москва, 1989
Нашим учителям посвящаем
«...Наблюдение — метод вполне достаточный для
изучения только более простых явлений. Чем сложнее
явление, — а что сложнее жизни? — тем неизбежнее
опыт. Только опыт, ничем, кроме естественных размеров
изобретательности ума человеческого, не ограниченный
опыт завершит, увенчает дело медицины».
Павлов И. П. Избр. произв. М.» АН СССР, 1949, стр. 287
«Только пройдя через огонь эксперимента, вся медицина
станет тем, чем быть должна, то есть сознательно, а сле-
довательно, всегда и вполне целесообразно действую-
щей. Доказательства последнему у всех на глазах в со-
временной хирургии».
Павлов И. П. Избр. соч. М„ АН СССР, 1948, стр. 290
«Я считаю, что операция лишь тогда может рассматри-
ваться как действительное приобретение для науки, ког-
да теория этой операции прочно обоснована опытами,
анатомо-физиологическими и патологоанатомическими ис-
следованиями».
Пирогов Н. И. Собр. соч. М., Медгиз, 1957, т. 1, стр. П2
ПРЕДИСЛОВИЕ
Вторая половина XX века отмечена крупными достижениями
в теоретической и практической медицине. Это особенно ярко
проявилось в хирургии: в клиническую практику внедрены новые
органосохраняющие операции, методы лечения заболеваний пе-
чени, поджелудочной железы, пластики кровеносных сосудов,
трахеи, пищевода, операций на сердце, легких. Венцом этих до-
стижений, вобравшим все новшества хирургии, анестезиологии,
морфологии, физиологии, иммунологии, безусловно, стала транс-
плантация органов. 4 апреля 1983 г. было отмечено 50-летие со
дня первой в мире пересадки жизненно важного органа (почки}
человеку, выполненной советским ученым Ю. Ю. Вороным.
В эпоху переживаемой человечеством научно-технической
революции, изменения среды обитания, увеличения потока ин-
формации и существенного изменения условий труда значитель-
но возрастает социальное значение медико-биологических иссле-
дований, направленных на улучшение здоровья населения и
сбережения трудовых ресурсов. На повышение качества медицин-
ской помощи населению ученых нацеливают решения апрельско-
го (1985) Пленума ЦК КПСС, совещания по вопросам ускоре-
ния научно-технического прогресса (11 — 12 июня 1985 г.) и вне-
дрения его достижений в практику здравоохранения, решения
XXVII съезда КПСС.
Запросы практической медицины не могут быть удовлетворе-
ны толькр на основании клинических наблюдений. Неизмеримо
возросшие возможности клинических дисциплин, прежде всего
хирургии, для повышения эффективности лечения требуют реше-
ния фундаментальных проблем патологии, теоретического осмыс-
ления новых и усовершенствования известных методов оператив-
ных вмешательств. В большинстве случаев решить эти задачи
можно только в опытах на животных, в том числе путем созда-
ния модели заболевания.
Конечно, модель не может точно воспроизвести всю картину
заболевания у человека, но в любом случае она является ша-
гом, приближающим к знанию истины, позволяющим изучить
механизм возникновения заболевания и влияние на его течение
данной операции.
Известно, что модель заболевания — это отражение современ-
ных теоретических воззрений на его патогенез. Поэтому описа-
но множество моделей одного и того же заболевания, с каждым
4
годом к ним добавляются новые. Они обобщены в ряде моно-
графий, посвященных избранным главам экспериментальной па-
тологии.
Одним из первых таких руководств, изданных в нашей стра-
не, являются: «Воспроизведение заболеваний у животных для
экспериментально-терапевтических исследований» /Под ред..
Н. В. Лазарева. — Мл Медгиз, 1954 и «Воспроизведение болез-
ней человека в эксперименте Д. С. Саркисова и П. И. Ремезо-
ва.— Мл Медгиз, 1960. В последующие годы были изданы
«Моделирование заболеваний»/ Под ред. С. В. Андреева. — Мл
Медицина, 1973, «Моделирование поражений сердца и сосудов
в эксперименте» А. М. Хилькина и В. А. Светлова. — Мл Меди-
цина, 1979, «Лабораторные животные» И. П. Западнюка и
соавт. — Киев.: Высшая школа, 1974, 1983. Для обеспечения
преподавания в институтах в 1953 г. издано «Краткое пособие
к операциям на животных по курсу топографической анатомии
и оперативной хирургии» под ред. А. М. Максименкова. После
организации во II Московском медицинском институте медико-
биологического факультета академик АМН СССР Ю. М. Лопу-
хин опубликовал первое в нашей стране руководство «Экспери-
ментальная хирургия». — Мл Медицина, 1971. Все эти книги дав-
но стали библиографической редкостью.
За прошедшее время в экспериментальной хирургии появи-
лось много новых моделей, приемов оперативных вмешательств,
усовершенствовалась методика обеспечения эксперимента и т. д.
Целью данного руководства и является ознакомление научных
работников, клиницистов, студентов, преподавателей с наиболее
эффективными из них и приемлемыми в экспериментальной ра-
боте. Авторы будут благодарны читателям за сделанные ими
замечания и пожелания.
Приведенные иллюстрации выполнены одним из авторов кни-
ги, доктором медицинских наук А. П. Радзиховским.
ВВЕДЕНИЕ
Экспериментальная хирургия как самостоятельная отрасль
медицинской науки сформировалась в начале XIX века. Будучи
неразрывно связанной с естествознанием, возникнув в его нед-
рах, обогатившись его приемами и методами, эксперименталь-
ная хирургия, в свою очередь, оказала и продолжает оказывать
заметное влияние на развитие биологии, физиологии, общей па-
тологии и других дисциплин, составляющих фундамент совре-
менной медицины. «Едва ли нужно доказывать, — писал еще в
1915 г. В. Н. Шамов, — что быстрый прогресс, совершенный за
последние годы медициной, обязан почти всецело широкому
развитию эксперимента. Экспериментальное изучение проблем
биологии, патологии и терапии представляет постоянный живой
источник, доставляющий практической медицине все новые и
новые силы, придающий ей живую душу. Этому источнику обя-
зана медицина своим современным высоким положением, от его
постоянно возрастающей энергии зависит всецело и ее будущее
прочное развитие»1.
Рассматривать историю становления экспериментальной хи-
рургии в отрыве от общей истории естествознания неправильно
прежде всего с методологической точки зрения. В то же время
история естествознания находится в неразрывной связи е исто-
рией человеческого общества, соответствуя на каждом этапе
типу производственных отношений, уровню развития техники и
практическим потребностям общества, ибо происхождение и раз-
витие науки всегда тесно связано с практической деятельностью,
общественно-историческим творчеством народа, в ходе которого
люди преобразуют условия жизни, природу и самих себя [Куз-
нецов Б. Г. и др., 1977].
Истоки экспериментального метода изучения природы и че-
ловека обнаруживаются в трудах Авиценны (980—1037). Он
первый призвал к широкому использованию эксперимента в ме-
дицине, совершенно справедливо полагая, что этот метод есть
важнейший инструмент познания. Он же разработал и принципы
испытания новых лекарственных веществ, основанные на широ-
ком применении экспериментальных методов, не потерявшие
значения и в наше время [Петров Б. Д., 1980].
1 Шамов В. Н. Труды госпит. хирургии, клиники проф. С. П. Федорова,
Петроград, 1915, т. 9, стр. 12.
6
Исследования Авиценны и других естествоиспытателей древ-
ности подготовили условия для формирования естествознания
как самостоятельного направления систематического изучения
природы. Хронологически это событие относят ко второй поло-
вине XV века, т. е. примерно к середине эпохи Возрождения
(XIV—XVI вв.). «...И исследование природы совершалось тогда
в обстановке всеобщей революции, будучи само насквозь рево-
люционно: ведь оно должно было еще завоевать себе право на:
существование.
Революционным актом, которым исследование природы за-
явило о своей независимости,., было издание бессмертного тво-
рения, в котором Коперник бросил... вызов церковному автори-
тету в вопросах природы»2.
В этот период зарождались новое видение мира и новый
тип мышления, утверждавший наличие творческого начала в
человеке и истинность чувственного восприятия мира. Такой
переворот в сознании и обусловил более активное внедрение
опыта в практику естественных наук.
Роль экспериментального метода в естествознании философ-
ски осмыслена, по определению К. Маркса, — «родоначальником
всей современной экспериментирующей науки» 3, — английским
философом Ф. Бэконом (1561 —1626). Прозвучавший в его «Но-
вом органоне» (1620) призыв к экспериментальному изучению
природы явился стимулом для естествознания XVII века и сы-
грал важную роль в создании ряда научных организаций. Оце-
нивая роль Ф. Бэкона в естествознании, А. И. Герцен писал:
«Опыт у Бэкона не есть страдательное воспринимание внешнего
во всей случайности его, напротив, он — сознательное взаимо-
действие мысли и внешнего, их совокупная деятельность, при
развитии которой Бэкон не позволяет ни мысли забегать, делая
заключение, на которое она еще не имеет права, ни опытам
оставаться механической грудой сведений»4.
Научный прогресс биологии в XVII веке заключался преиму-
щественно в накоплении и систематизации материала, но глав-
ным достижением столетия все же следует считать распростра-
нение и утверждение эксперимента как основного и решающего
метода познания истины. Это поистине революционное достиже-
ние, явившееся логическим следствием развития науки в пред-
шествовавшие эпохи, послужило фундаментом, на котором в
XVIII веке было построено здание нового естествознания, осно-
ванного на углублении и дифференциации знаний, разработке и
внедрении экспериментальных и количественных методов.
В этом поступательном развитии мирового естествознания
самое непосредственное и активное участие принимала Россия,
2 Маркс К., Энгельс Ф. Соч. 2-е изд., т. 20, с. 347.
3 Маркс К., Энгельс Ф. Соч. 2-е изд., т. 2, с. 142.
4 Герцен А. И. Письма об изучении природы. — М.: Политиздат, 1940,
с. 250.
7
а представители русской науки уже тогда занимали передовые
позиции во многих областях медицины и биологии. Созданная
Лв 1724 г. Петербургская академия наук в первые же десятиле-
тия существования играла выдающуюся роль в развитии русской
мировой науки, завоевав признание как один из центров раз-
вития естествознания.
Большую работу по распространению естественнонаучных
Знаний выполняли первые в России учебные заведения универ-
ситетского типа — Киево-Могилянская (1631) и Московская сла-
вяно-греко-латинская (1685) академии, Московская (1707) и
Петербургская (1733) медицинские школы. Проведению медико-
биологических исследований способствовали созданные в конце
XVIII века Петербургская и Московская медико-хирургические
академии. В 1755 г. по инициативе М. В. Ломоносова был от-
крыт Московский университет, ставший кузницей кадров русских
естествоиспытателей, мощным ускорителем процесса развития
естествознания в России.
О широком использовании русскими учеными точных наблю-
дений и экспериментальных методов свидетельствуют труды
основоположника эмбриологии К. Ф. Вольфа; М. М. Терехов-
ского, в 1755 г. защитившего диссертацию на тему об опытном
доказательстве невозможности самопроизвольного зарождения
микроорганизмов; первого русского гистолога А. М. Шумлян-
ского, в 1782 г. защитившего диссертацию «О строении почек»
и др. Это показывает, что уже в XVIII веке экспериментальный
метод прочно утвердился в России среди ученых, считавших,
что любая научная теория прежде всего должна опираться на
данные опыта.
Их точка зрения совпадала с мнением одного из основопо-
ложников экспериментальной медицины и активного поборника
вивисекционного метода F. Magendie (1783—1855), считавшего,
что «...В науках высказывать мнение, верить — то же, что не
знать... Наука составляется не из того, что думали люди, а из
того, что они открыли, то есть, из того, что есть»5. К несомнен-
ным заслугам F. Magendie перед наукой следует отнести соз-
дание первого руководства по экспериментальной физиологии
(1816—1817), организацию в 1821 г. первого журнала по экс-
периментальной физиологии.
Дальнейшее совершенствование вивисекционных методов
изучения функции внутренних органов, уже с использованием
графических методов регистрации проводилось в лаборатории
К. Ludwig (1816—1895), создателя крупнейшей физиологической
школы, где работали ученые из многих стран, в том числе
И. М. Сеченов, И. П. Павлов, Н. О. Ковалевский и др.
Внедрение экспериментального метода в биологию и меди-
цину активно пропагандировали профессора Московского уни-
верситета и медико-хирургической академии А. М. Иовский, в
5 Пирогов Н. И. Соб. соч. — М.: Медгиз, 1957, т. 1, с. 63.
1828—1932 гг. издававший журнал «Вестник естествознания и
медицины», и И. Е. Дядьковский, считавший всякую теорию,
противоречащую опыту, не только бесполезной, но и вредной.
«Научный путь, — писал в 1852 г. профессор зоологии Москов-
ского университета К. Ф. Рулье, — есть опытное исследование
предмета или явления в его последовательном развитии, не как
уединенного, оторванного, но как необходимо связанного с дру-
гими, относительно внешними явлениями»6. В этом высказыва-
нии четко прослеживается методологически правильный подход
к организации, целям и задачам эксперимента, несущий в себе
черты современных принципов экспериментальной биологии и
медицины.
Непосредственным результатом такого последовательного и
диалектического развития науки стало то, что эксперимент, свя-
занный с использованием инструментальных методов исследова-
ния и живосечением, стал применяться все шире. Оказалось, что
без хирургических методов невозможно изучать функцию нерв-
ной системы, органов пищеварения, других органов и систем.
Их внедрение, безусловно, способствовало формированию физио-
логии как самостоятельной научной дисциплины, но одновре-
менно со всей очевидностью поставило вопрос о необходимости
организации специальных лабораторий. «Вопрос о лаборатори-
ях, —писал С. Bernard, — это насущный вопрос жизнеспособно-
сти экспериментальных наук... Только в лабораториях... стано-
вятся учеными»7. Такие лаборатории и были созданы в 20-х го-
дах XIX века во Франции, Германии и России.
Оценивая значение этого факта и его влияние на судьбы
экспериментальной физиологии и хирургии, вполне уместно
обратить внимание на его актуальность и для современной на-
уки, что подтверждается авторитетным мнением лауреата Нобе-
левской премии, академика П. Л. Капицы: «Только когда рабо-
таешь в лаборатории, сам, своими руками проводишь экспери-
менты, пускай даже в самой рутинной их части, только при
этом условии можно добиться настоящего результата в науке.
Чужими руками хорошей работы не сделаешь... Я уверен, что
в тот момент, когда даже самый крупный ученый перестает
работать сам в лаборатории, он не только прекращает свой рост,
но и вообще перестает быть ученым... В особенности важно
привить эти принципы начинающим ученым»8.
Во второй половине XIX века центр основных событий в об-
ласти экспериментальной физиологии постепенно перемещается
в Россию. Это связано с деятельностью целой плеяды выдаю-
щихся ученых, работавших в различных городах страны. Среди
6 Рулье К. Ф. Избр. биол. произведения. — М.: АН СССР, 1954, с. 139—
140.
7 Бернар К. Лекции по экспериментальной патологии. — М. — Л., 1937,
с. 400.
8 Капица П. Л. Эксперимент, теория, практика. — М.: Наука, 1981,
с. 145—146.
9
них ученик F. Magendie И. Т. Глебов, не только активно пропа-
гандировавший методы экспериментальной физиологии, но и
впервые переведший на русский язык основные труды своего
учителя. Киевский анатом и физиолог А. П. Вальтер в 1842 г.,
на 11 лет раньше С. Bernard, обнаружил сосудодвигательную
функцию симпатической нервной системы. Петербургский про-
фессор А. Е. Голубов, в 1871 г. впервые разработавший методи-
ку выращивания клеток крови вне организма, и профессор
Харьковского университета И. П. Соколов, в 1886 г. усовершен-
ствовавший этот метод, воспроизведенный на культуре нервной
ткани Гаррисоном в США только 20 лет спустя.
Особенно большого внимания заслуживают работы В. А. Ба-
сова. Именно он впервые в мире разработал и успешно осуще-
ствил в эксперименте операцию создания фистулы желудка.
В 1842 г. он продемонстрировал собаку с такой фистулой на
заседании Московского общества испытателей природы, опере-
див на год французского химика и хирурга Н. Блондло. Метод,
получивший мировую известность, впоследствии был использо-
ван и усовершенствован И. П. Павловым. Вскоре последовали
сообщения L. Thiry и L. Vella о создании изолированной кишеч-
ной петли, Р. Клеменсиевича (1875) о методике образования
изолированного желудочка из его пилорического отдела и
R. Heidenhain (1879) — из фундальной части желудка. В 1877 г.
русский военный врач Н. В. Экк разработал метод выключения
печени из портального кровотока, а в 1882 г., на 3 года раньше
С. А. Т. Billroth, он предложил новый метод резекции желудка,
известный, тем не менее, как метод Бильрот II.
Не меньшее значение в истории русской и мировой физио-
логии в превращении ее в экспериментальную науку имеют тру-
ды профессора физиологии медицинского факультета Москов-
ского университета А. М. Филомафитского. Убежденный сторон-
ник экспериментального метода, он первый ввел в практику
преподавания демонстрацию опытов на животных, его перу
принадлежит первый русский учебник по физиологии (1848).
Существенное влияние на дальнейшее распространение и разви-
тие эксперимента в научной медицине оказали его работы
«Трактат о переливании крови как единственном средстве во
многих случаях спасти жизнь» (1848), выполненное в 1849 г.
при содействии Н. И. Пирогова исследование «Физиологический
взгляд на употребление эфиров, хлороформа и бензина как
притупляющих нервную деятельность». С тех пор практические
занятия на животных и демонстрация опытов на лекциях в Мос-
ковском университете стали систематическими.
Большой вклад в развитие русской и мировой эксперимен-
тальной медицины внесли также М. А. Новинский, которому в
1875—1877 гг. первому удалось привить рак полости носа, мик-
сосаркому влагалища у собак, С. П. Делицин и М. М. Волков,
применившие в 1897 г. экспериментально-анатомический метод
для изучения патогенеза подвижной почки.
10
Следует подчеркнуть, что эти успехи стали возможны после
того, как в 1842—1847 гг. С. Long, J. Simpson, W. Morton,
Ф. И. Иноземцевым и Н. И. Пироговым был разработан ингаля-
ционный наркоз, а трудами О. Holmes, I. Semmelwies, Н. И. Пи-
рогова, L. Pasteur и J. Lister в 1843—1867 гг. созданы основы
асептики и антисептики. До этого в физиологии господствовали
методы острого эксперимента, нередко оставляющие скрытыми
от наблюдения многие важные причинные и функциональные
связи в организме.
Широкое распространение в научной медицине и биологии
эксперимента на животных в ряде случаев встречало активную
оппозицию даже среди образованной части населения. Великий
физиолог И. П. Павлов сам бывший великолепным хирургом-
экспериментатором, разработавшим большое число тончайших
операций на животных, в статье «Живосечение», написанной
еще в 1907 г., дал достойный отпор тем, кто не понимал необ-
ходимости экспериментирования на живых объектах и всей цен-
ности для медицины полученных при этом данных: «Бесспор-
но,— писал И. П. Павлов, — что без опытов и наблюдений над
живым животным у человеческого ума нет средств познать за-
коны органического мира. Этим все и безапелляционно решает-
ся в вопросе о законности живосечения. Если человечество до
сих пор терпит охоты на животных, т. е. их страдания и смерть
ради развлечения людей, если существует убой животных для
прокорма людей, если самих людей тысячами на войне под-
вергают страданиям и смерти, то как восставать против при-
несения животных в жертву одному из высочайших стремлений
человечества к знанию, одной из великих идей, идеи истины!»9
Развивая эти мысли, высказанные великим физиологом, ака-
демик Н. Н. Блохин все же замечает, что в настоящее время
появилась тенденция к проведению эксперимента, не столько
раскрывающего какое-либо теоретическое положение, сколько
демонстрирующего способность клинициста вести эксперимент,
то есть заниматься «наукой». В результате необоснованно воз-
растает стоимость исследования и нарушается гуманный прин-
цип обращения с животными. «Я не хотел бы, чтобы это, — го-
ворит Н. Н. Блохин, — было воспринято как выступление против
экспериментальной медицины, оно направлено против ненужных
экспериментов, которые, к сожалению, подчас бывают в меди-
цине» 10.
Доведя до высокой степени совершенства технику операций
на животных, И. П. Павлов убедительно показал роль хирур-
гии как одного из ведущих экспериментальных методов.
«Опыт,— писал он,— как бы берет явления в свои руки и пус-
кает в ход то одно, то другое и таким образом в исключитель-
9 Павлов И. П. Избр. произведения. — М.: АН СССР, 1949, с. 184.
10 Блох ии Н. Н. В ки.: Фундаментальные науки медицине. — М.: Нау»
ха, 1981, с. 28,
П
них, упрощенных комбинациях определяет истинную связь меж-
ду явлениями... Капитальнейший успех современной медицины
в том и заключается, что она получила возможность в настоя-
щее время вся, во всех ее главнейших сторонах разрабатывать-
ся экспериментально»11.
Как метод познания природы, эксперимент на рубеже
XVII—XVIII веков сменил натурфилософию и в дальнейшем
«работа крупнейших ученых-естествоиспытателей, внесших боль-
шой вклад в развитие современного естествознания, неизменно
проходила в тесной связи теории и опыта. Поэтому для разви-
тия естественных наук на здоровой материалистической основе
всякое теоретическое обобщение должно проверяться на опы-
те» 11 12.
Следовательно, эксперимент можно определить как метод
познания, при помощи которого в контролируемых, управляе-
мых условиях исследуются явления действительности. Экспери-
мент, как одна из форм практики, выполняет функцию крите-
рия истинности научного познания [Алексеев И. С., 1978].
В биологии и медицине эксперимент прошел путь от рассе-
чения трупов животных, через вивисекцию в донаркозную эпо-
ху, острый опыт в период, предшествующий внедрению асепти-
ки и антисептики, до хронического наблюдения за оперирован-
ным животным, что дало в руки экспериментатора неограничен-
ную возможность познания закономерностей жизни.
В то же время на фоне крупнейших открытий, совершенных
физиологами 60-х годов XIX века, стало очевидным, что изуче-
ние законов функционирования различных систем здорового
организма должно дополняться исследованиями тех же пара-
метров в условиях патологии. Это значило, что эксперименталь-
ная медицина вплотную подошла к созданию моделей болез-
ненных состояний прежде всего с целью изучения функций орга-
низма в этих новых условиях.
База для осуществления такого перехода на качественно
новый, более высокий уровень развития научной медицины,
создавалась учеными разных стран. Об уровне эксперименталь-
ной техники периода второй половины XIX—начала XX веков
можно судить по работам К. Lugwiga (1886), разработавшего
методику изоляции сердца лягушки; И. П. Павлова (1888),
предложившего методику изоляции сердечно-легочного комплек-
са млекопитающего, усовершенствованную затем Р. Starling в
1912 г.; А. А. Кулябко, в 1902 г. оживившего сердце, извлечен-
ное из трупа человека; А. Ф. Самойлова, в 1910 г. впервые
записавшего электрокардиограмму с помощью струнного галь-
ванометра, и др. Большое влияние на развитие техники экспе-
римента и создание моделей заболеваний оказали работы рус-
11 Павлов И. П. Избр. произведения. — М.: АН СССР, 1949, с. 287.
12 Капица П. Л. Эксперимент, теория, практика. — М.: Наука, 1981,
с. 195.
12
ского ученого А. А. Ясиновского, разработавшего в 1889 г.
технику сосудистого шва, и французского хирурга A. Carrel,
предложившего циркулярный сосудистый шов и в 1902 г. одно-
временно с Н. Ulmann успешно пересадившего почку в экспе-
рименте на собаках.
«...Только эксперимент, — писал И. П. Павлов, — переберет
и оценит все истинные причины болезненного состояния, потому
что он начинает с причины, которую нарочно заставляет дейст-
вовать. Медицина как раз в этом пункте наиболее бессильна» 13.
Отсюда естественно вытекала целесообразность объединения
методов патологической анатомии и экспериментальной патоло-
гии, продиктованная всем ходом развития экспериментальной и
клинической медицины, для осмысления и обобщения накоплен-
ных фактов. Это и было сделано А. И. Полуниным (1869), осно-
вавшим первую кафедру общей патологии при Московском уни-
верситете.
Но как и в нормальной физиологии, хирургической операции
в экспериментальной патологии, где моделирование является
одним из ведущих методов, была уготована прежняя второсте-
пенная роль средства, используемого наряду с другими для
достижения конечной цели — воспроизведения патологического
процесса.
Выделение экспериментальной хирургии в самостоятельную
отрасль теоретической медицины неразрывно связано с именем
великого русского хирурга Н. И. Пирогова. Отнюдь не отрицая
взаимосвязи физиологии, патологии и хирургии в эксперименте,
пропагандируя их сочетание как одну из важнейших методоло-
гических основ медицинской науки, он, тем не менее, доказал
несомненное право на самостоятельное существование экспери-
ментальной хирургии.
Среди классических работ Н. И. Пирогова, открывающих
историю собственно экспериментальной хирургии как науки, мо-
гут быть названы: докторская диссертация «Является ли пере-
вязка брюшной аорты при аневризме паховой области легко
выполнимым и безопасным вмешательством?», защищенная в
1832 г. в Дерпте, в которой поставленная автором цель достига-
ется с помощью операций на собаках и телятах; «О пластиче-
ских операциях вообще и ринопластике в особенности» (1835),
где впервые детально описана динамика заживления экспери-
ментальной раны и вскрыты основные закономерности ауто-
трансплантации; «О перерезке ахиллова сухожилия как опера-
тивно-ортопедического средства лечения» (1840) и «Костно-
пластическое удлинение костей голени при вылущении стопы»
(1854), являющихся великолепным образцом разработки новой
операции в эксперименте с последующим перенесением ее в
клинику.
13 Павлов И. П. Избр. произведения. — М.: АН СССР, 1949, с. 288.
13
Н. И. Пирогов и И. П. Павлов обнаружили различия в реак-
ции разных видов животных на одно и то же воздействие, а
также особенности ответной реакции животных одного вида в
зависимости от возраста, индивидуальных особенностей нервной
системы, массы тела. И, наконец, на основании анализа обшир-
ного экспериментального материала Н. И. Пирогов предостере*
гает от переоценки результатов экспериментирования на живот
ных, указывая, что «эксперименты, произведенные на живых
животных, обладающих отличным здоровьем, совершенно не
аналогичны операциям, которые производятся у человека, стра-
дающего аневризмой и другими пороками» 14.
Этот вывод, содержащийся в докторской диссертации
Н. И. Пирогова, указывает и на магистральный путь развития
современной экспериментальной хирургии, состоящий в органи-
ческом сочетании отработки деталей хирургического вмешатель-
ства на здоровом животном с последующим изучением его
влияния на организм в условиях моделирования патологическо-
го процесса. Отсюда вытекают основные задачи эксперименталь-
ной хирургии: 1) разработка, усовершенствование и апробация
на животных новых методов и технических приемов хирургиче-
ского вмешательства; 2) моделирование патологических процес-
сов для изучения влияния на их течение как операции, так и
других способов лечения, а также для исследования течения
самого патологического процесса; 3) обеспечение в остром или
хроническом эксперименте доступа к внутренним органам с це-
лью изучения их функции в норме и патологии; 4) обучение
основам хирургии и методике проведения эксперимента на жи-
вотных.
Если суть первой и последней задач не требует коммента-
риев и совершенно понятно, что решать их призваны главным
образом кафедры топографической анатомии и оперативной
хирургии, а там, где они есть, — кафедры экспериментальной
хирургии в тесном содружестве с хирургами-клиницистами, то
содержание второй задачи требует пояснений.
Под моделированием в медицине следует понимать воспроиз-
ведение на живом объекте какого-либо конкретного патологи-
ческого процесса у человека, отражающее существующие в дан-
ное время теоретические представления о причинах возникнове-
ния и механизмах развития этого процесса. Необходимость мо-
делирования на животных обусловлена тем обстоятельством,
что методом наблюдения за больным, даже с применением са-
мой современной аппаратуры, невозможно раскрыть многие
аспекты патогенеза заболевания, изучить большинство возника-
ющих при этом изменений в организме на разных структурных
уровнях, что было правильно подмечено еще Авиценной. При-
чины здесь кроются прежде всего в том, что далеко не все
известные инструментальные методы исследования можно в
14 Пирогов Н. И. Собр. соч. — М.: Медгиз, 1957, т. 1, с. 83.
14
нужный момент применить на человеке без риска пересечения
границы между действительно необходимой манипуляцией и экс-
периментом. Кроме того, необходимо помнить, что между истин-
ным началомх заболевания и моментом обращения больного за
помощью стоит мощная система компенсаторно-приспособитель-
ных механизмов, обеспечивающих высокую надежность функ-
ционирования систем и организма в целом. Поэтому клиницист
имеет дело уже с достаточно далеко зашедшим патологическим
процессом, проявившим себя соответствующей симптоматикой,
потому что эти компенсаторно-приспособительные возможности
данного организма исчерпаны.
Следовательно, самые важные в теоретическом и практиче-
ском отношении начальные фазы заболевания, формирующиеся,
как правило, на уровне макромолекул, скрыты от исследова-
теля, и клиницисту приходится подчас умозрительно решать
задачу о причинах возникновения того или иного заболевания.
Именно в этом пункте потребности клинической медицины упи-
раются в один из кардинальных вопросов современного есте-
ствознания—создание экспериментально-биологических моделей.
В этих условиях, по мнению К. И. Кульчицкого (1969), исследо-
ватель получает возможность прямого вмешательства в течение
жизненных процессов, проследить за формированием патологи-
ческого процесса на различных этапах и в «чистом» виде вос-
произвести осмысленные теоретически причинно-следственные
связи, приведшие к возникновению изучаемого явления. Конеч-
но, истины, получаемые путем моделирования, относительны, но
они объективны и потому плодотворны.
Моделирование какого-либо явления или процесса, как пра-
вило, проходит в несколько этапов. I этап заключается в том,
что в оригинале, в данном случае в заболевании у человека,
выделяют связи и отношения, подлежащие изучению. Затем
устанавливают их аналогичность свойствам и отношениям у
модели. При этом происходит как бы некоторая идеализация
объекта и модели, чье изучение должно углубить знания об
оригинале. Благодаря такому приему, свидетельствующему о
ведущей роли теоретического мышления при создании модели,
появляется возможность получить такие данные об оригинале,
которые иначе получить нельзя.
После этого начинается II этап собственно моделирования
с учетом того весьма важного обстоятельства, что свойства мо-
дели могут быть изучены только адекватными ее природе мето-
дами. Следовательно, существенным преимуществом модели
является возможность задавать различный масштаб времени
и повторять наиболее интересующие исследователя этапы ее
развития. Поэтому модель позволяет объекты, бывшие ранее
лишь объектами наблюдения, сделать объектами для экспери-
ментирования.
Но здесь необходимо помнить и об отличиях модели от ори-
гинала. Они могут явиться причиной получения сведений, иска-
15
жающих подлинный характер закономерностей, присущих моде-
лируемому объекту. Отсюда возникает, не всегда реализуемая
на практике, необходимость сопоставления полученных данных
с данными об оригинале (III этап моделирования). Это стано-
вится определяющим при переносе данных, полученных на
модели, на оригинал, составляющим содержание IV этапа моде-
лирования. Такой перенос становится возможным благодаря
выявленному вначале определенному соответствию модели эле-
ментам и отношениям оригинала [Глинский Б. А. и др., 1965].
Отсюда вытекает и большая ответственность экспериментатора
за объективную оценку результатов моделирования и сопостав-
ления модели с оригиналом. Внесение в этот процесс элементов
субъективизма неизбежно приведет к ошибочным суждениям и
к отрицательным результатам при попытке использования субъ-
ективно оцененных данных на практике.
Не будет лишним повторить, что при моделировании какого--
либо заболевания модель в сущности лишь отражает господст-
вующие в момент ее создания теоретические представления о
механизмах возникновения изучаемого патологического процес-
са. Поэтому описано, как правило, несколько моделей одного
и того же заболевания, что требует предварительного анализа
каждой из них с тем, чтобы избежать лишней затраты времени
и средств, а также, самое главное, получения результатов, иска-
жающих истину. Следствием такого анализа может быть и раз-
работка новой модели, более приближенной к истине, чем
известные, и позволяющей более детально раскрыть механизмы
патогенеза и причинно-следственные связи, ведущие к возник-
новению заболевания.
Отсюда вытекают основные принципы построения настоящего
руководства. В первой части «Общая экспериментальная хирур-
гия» изложены требования к организации эксперимента, основы
экспериментальной хирургической техники, методы исследова-
ния, чаще всего используемые в экспериментальной хирургии.
Вторая часть «Хирургическое моделирование заболеваний и па-
тологических процессов» посвящена методам моделирования
различных патологических состояний с помощью приемов, при-
сущих экспериментальной хирургии.
Таким образом, экспериментальная хирургия, история зарож-
дения и формирования которой прослежена нами до времени
Н. И. Пирогова и И. П. Павлова, с одной стороны, представля-
ет собой методическую основу таких фундаментальных наук, как
нормальная и патологическая физиология, патологическая ана-
томия, использующих ее приемы с целью создания условий для
изучения функций органов и систем здорового организма. С дру-
гой стороны, она способствует прогрессу в познании механизмов
формирования патологических процессов и функционирования
органов и систем в условиях патологии путем моделирования за-
болевания хирургическими методами или в сочетании этих
методов с методами других отраслей медицины. Наконец, она
6
позволяет разрабатывать новые виды операций и изучать их
последствия для организма, в том числе в условиях эксперимен-
тальной патологии. Убедительным примером, подтверждающим'
правильность высказанного положения, является блестяще реа-
лизованная на практике Ю. Ю. Вороным (1933) первая в мире
аллотрансплантация почки человеку, предварительно разрабо-
танная в эксперименте на здоровом животном, затем в условиях
моделирования хронической почечной недостаточности и в на-
стоящее время широко практикующаяся во многих клиниках
нашей страны и за рубежом. При этом необходимо подчеркнуть*
что в экспериментальной хирургии постоянно и с успехом ис-
пользуют методы исследования, применяющиеся в макро- и мик-
роскопической анатомии, физиологии, патологической анатомии*
биохимии и других дисциплинах.
2 Заказ № 41В
Часть первая
ОБЩАЯ ЭКСПЕРИМЕНТАЛЬНАЯ ХИРУРГИЯ
Глава 1
ПРИНЦИПЫ ОРГАНИЗАЦИИ РАБОТЫ
В ЛАБОРАТОРИЯХ ЭКСПЕРИМЕНТАЛЬНОЙ ХИРУРГИИ
Успешный исход хирургического, как и любого другого, экс-
перимента обеспечивается прежде всего организационными
мероприятиями, включающими оснащение операционного блока,
помещений для содержания животных до и после операции, вы-
бора вида животного, адекватного цели и задачам данного экс-
перимента, и т. д.
При организации лаборатории экспериментальной хирургии,
располагать которую следует на базе вивария, руководствуются
«Санитарными правилами по устройству, оборудованию и содер-
жанию экспериментально-биологических клиник (вивариев)»,
утвержденными Главным Государственным санитарным врачом
СССР 6 апреля 1973 г. (№ 1045—73), согласованными с Гос-
строем СССР (№ 12/313 от 15 августа 1972 г.) и ВЦСПС
(№ 06—III, 27.03.73). Правила предусматривают, что организа-
ция экспериментальной клиники (вивария) должна быть согла-
сована с санитарно-эпидемиологической и ветеринарно-санитар-
ной службами по месту размещения учреждения, при котором
создается виварий; эти же органы осуществляют и последующий
надзор за его эксплуатацией и санитарным состоянием. Руково-
дитель вивария должен иметь высшее зоотехническое, биологи-
ческое, медицинское или ветеринарное образование. Он подчи-
няется руководителю учреждения или его заместителю по науч-
ной работе. Правила устанавливают, что персонал, обслужива-
ющий виварий, осуществляет уход за лабораторными живот-
ными в течение всего времени пребывания их в биологической
клинике, а контроль за состояниегл подопытных животных про-
водят сотрудники, непосредственно выполняющие научные иссле-
дования.
Виварий должен располагаться в отдельно стоящем строе-
нии либо на верхних этажах лабораторного корпуса и быть пол-
ностью изолированным от других помещений. В его состав обя-
зательно должны входить помещения для карантинного и
18
последующего содержания животных (каждый вид отдельно);
операционный блок и манипуляционная; кормокухня; бытовые
комнаты и санитарный блок для обслуживающего персонала;
дезинфекционно-моечное отделение; служебные кабинеты.
Карантинный блок и кормокухню, по возможности, желатель-
но изолировать от остальных помещений вивария. Все они осна-
щаются необходимым оборудованием, отвечающим их функцио-
нальному назначению. Инструкция также предусматривает обя-
зательные требования к планировке помещений, их отделке в
окраске, гидроизоляции, отводу сточных вод и т. д.
Очень важен вопрос о путях приобретения и поступления
животных в виварий. Для мелких лабораторных грызунов (мы-
шей, крыс, морских свинок) наиболее приемлемым источником
служат специализированные питомники АН СССР «Столбовая»,
«Раполово» и «Центральный». При своевременном заключении
соответствующих договоров они практически полностью и свое-
временно обеспечивают потребности в животных.
В крупных профильных учреждениях, имеющих соответству-
ющие площади и специально обученный работе с линейными
животными персонал, допускается воспроизведение поголовья
некоторых линий для удовлетворения собственных нужд в ус-
ловиях этого вивария. Правила работы в таких случаях регла-
ментируются чрезвычайно жестко. Они изложены в руководстве
Н. Н. Медведева «Линейные мыши».
Кроликов приобретают в государственных, кооперативных
организациях или у отдельных граждан, имеющих специальный
санитарный паспорт и разрешение органов санитарно-ветери-
нарного надзора.
Многолетний опыт работы нашей лаборатории в области!
экспериментальной хирургии и биологии показывает, что мыши,,
крысы, морские свинки, кролики, кошки в экспериментальной
хирургии и при моделировании заболеваний человека с помо-
щью хирургических методов должны иметь ограниченное при-
менение. В силу анатомических и физиологических особенностей
этих животных полученные с их помощью данные не могут не-
посредственно экстраполироваться на человека, а некоторые
оперативные вмешательства выполнить на них невозможно*.
Поэтому их предпочтительнее использовать в опытах по фарма-
кологии, биохимии, иммунологии, общей физиологии, для отра-
ботки деталей микрохирургической техники с применением опе-
рационного микроскопа и т. д. В некоторых случаях на этих
животных удается моделирование ряда заболеваний, сходных
с патологией, наблюдающейся у человека. Они описаны в на-
стоящем руководстве. Обезьяны доступны лишь единичным?
научным учреждениям и к тому же пригодны только для изуче-
ния высшей нервной деятельности и в исследованиях по виру-
сологии.
Накопленный нами опыт дает основания утверждать, что
наиболее подходящим животным для моделирования заболева-
19b
ний человека и разработки методов оперативного вмешательства
является собака. Однако собаки — представители разнообразных
служебных, охотничьих, декоративных пород для использования
в экспериментальной хирургии не пригодны. В силу длительного
внутрипородного скрещивания, специфического воспитания и
других причин они не выдерживают содержания в условиях
вивария и столь эмоционально реагируют на окружающую об-
становку и любую манипуляцию, что, во-первых, становятся
опасными для персонала и, во-вторых, полученные в таких экс-
периментах данные, как правило, настолько искажены, что их
.анализ попросту невозможен. В отдельных случаях породистые
собаки, несмотря на адекватную премедикацию, погибают ужена
вводной стадии наркоза, поэтому их в виварий принимать не
следует, в самом крайнем случае их можно использовать лишь
для сугубо анатомических исследований.
Исследования по экспериментальной хирургии целесообраз-
но проводить на беспородных собаках. Их организм более плас-
тичен, они легко привыкают к содержанию в клетках, обслужи-
вающему персоналу и сотрудникам лаборатории, что очень
важно при длительных наблюдениях. Поскольку государствен-
ных питомников для их разведения нет, а разведение собак в
кооперативных хозяйствах или отдельными гражданами, по
вполне понятным причинам, невозможно, приходится ориенти-
роваться на собак, отловленных органами санитарно-коммуналь-
ной службы. Это естественно, несколько усложняет подбор жи-
вотных, так как общие требования к ним достаточно высоки.
Поступившие в виварий собаки подлежат обязательному
вакцинированию против бешенства (допускается вакцинация
санитарной службой с предоставлением соответствующей доку-
ментации) и выдерживанию в карантине не менее 30 сут. В этот
период за ними ведут постоянное наблюдение с регистрацией
состояния в специальном журнале и осуществляют дегельмин-
тизацию. Животные с выявленными кожными и другими заболе-
ваниями подлежат выбраковке и к использованию в экспери-
ментах любого рода не допускаются.
Практика показывает, что заниматься лечением заболевших
собак в условиях экспериментально-биологической клиники не-
целесообразно. Это ведет лишь к неоправданному удорожанию
научных работ. Собаки с массой тела более 25 кг и менее 7 кг
также непригодны для целей экспериментальной хирургии: они
плохо переносят послеоперационный период, а содержание их
в виварии представляет значительные трудности. Самыми подхо-
дящими для острого и хронического эксперимента являются
беспородные короткошерстные собаки с массой тела 12—20 кг.
После окончания карантина у всех оставленных для даль-
нейшей работы животных необходимо в обязательном порядке
исследовать кровь на токсоплазмоз. После соответствующей
маркировки, на фоне премедикации, у собак берут из вены до
6 мл крови в сухую чистую пробирку и направляют в районную
SO
ветеринарную лечебницу. Больные животные подлежат выбра-
ковке, а клетки, где они находились, — дезинфекции.
Мы рекомендуем также, по возможности, выявлять в период
карантина и выбраковывать собак с повышенной возбудимо-
стью, так называемых «истеричных». Они годятся только для
некоторых острых опытов, так как не менее половины из них
погибает в ближайшем послеоперационном периоде, вероятно,
из-за токсического действия медикаментов, требующихся в та-
ких случаях в повышенных дозировках, а длительная работа с
выжившими затруднена из-за их постоянной агрессивности.
В целом, на этапе карантинного наблюдения и в течение
3—5 дней после его окончания отсев животных составляет око-
ло 10%. Вопрос о выбраковке собак решает заведующий вива-
рием.
Таким образом, отобранные для дальнейших работ коротко-
шерстные собаки с массой тела 12—20 кг должны: а) выдер-
жать 30-суточный карантин; б) подвергнуться дегельминтиза-
ции; в) не иметь накожных заболеваний и токсоплазмоза;
г) быть вакцинированными против бешенства; д) иметь уравно-
вешенный тип высшей нервной деятельности.
Отобранные по этим требованиям собаки поступают в экс-
периментальный блок и размещаются по 1—3 особи в клетках
площадью до 1,5 м2 на одно животное. Перегородки между
клетками должны быть сплошными, передняя (открывающаяся)
стенка — решетчатая. В одной клетке содержатся животные од-
ного пола и, по возможности, с одинаковой массой тела. С уче-
том конкретных условий и для увеличения пропускной способно-
сти вивария клетки для содержания собак могут располагаться
в два этажа, но при этом необходимо провести специальные
работы по гидроизоляции и обеспечению хорошего стока с верх-
него этажа. В одной клетке в таком случае не должно быть
больше 2 особей.
В экспериментальном блоке или (лучше) в примыкающей
к нему комнате необходимо разместить 3—4 клетки для содер-
жания животных в первые дни после операции. Они должны
быть рассчитаны на одно животное, обеспечивать удобный до-
ступ к нему со всех сторон, свободную уборку и ограничивать
подвижность собаки в ближайшем послеоперационном периоде.
Примерные размеры такой клетки — 1100X600X450 мм. Для
выгула собак, находящихся в хроническом опыте, необходимо
выделить площадку, примыкающую к экспериментальной сек-
ции.
Кормят собак 2 раза в день по нормам, установленным при-
казом министра здравоохранения СССР № 1179 от 10 октября
1983 г. «Об утверждении нормативов затрат кормов для лабо-
раторных животных в учреждениях здравоохранения». Вода в
поилках должна быть постоянно.
В дополнение к этим правилам научным сотрудникам, рабо-
тающим с собаками, рекомендуем по приходе в виварий или
21
операционный блок переодеваться, выделив для этого специаль-
ную одежду и халат, а руки защищать перчатками не только
во время операции, но и при выполнении любых манипуляций.
Указанная мера вполне себя оправдывает и пренебрегать ею не
следует, особенно при вскрытии животных.
Кроме того, сотрудники, выполняющие работы в виварии,
должны: а) строго соблюдать установленные правила распоряд-
ка дня и режима работы вивария; б) осуществлять системати-
ческие наблюдения за подопытными животными; в) вести пер-
вичную документацию и своевременно заполнять этикетки на
клетках; г) по окончании работы оставлять рабочее место в
надлежащем порядке; д) проводить обязательное патологоана-
томическое исследование всех павших и выведенных из опыта
закрепленных за ними животных; е) сообщать заведующему
виварием о всех случаях падежа или заболевания находящихся *
в опыте собак, не связанных с условиями опыта.
Работа вивария и операционного блока, наряду с «Санитар-
ными правилами», регламентируется «Инструкцией по работе с
материалом, зараженным или подозрительным на заражение
возбудителями чумы, холеры, сапа, мелинидоза, натуральной
оспы, сибирской язвы, туляремии и бруцеллеза» (утверждена
заместителем министра здравоохранения СССР 21 июня
1967 г.); «Инструкцией по работе с вирусами эпидемических
энцефалитов» (утверждена министром здравоохранения СССР
17 января 1956 г.); «Инструкцией о мероприятиях по борьбе с
бешенством» (утверждена Главным санитарно-эпидемиологиче-
ским управлением Министерства здравоохранения СССР и Глав-
ным управлением ветеринарии Министерства сельского хозяй-
ства СССР в 1964 г.); «Инструкцией о порядке отлова, транс-
портировки и содержания диких позвоночных животных I®
членистоногих при проведении экспериментальных работ»
(утверждена Главной санитарной инспекцией Министерства?
здравоохранения СССР в 1962 г.); «Основными санитарными
правилами работы с радиоактивными веществами и другими
источниками ионизирующих излучений» (утверждена Главным
санитарным врачом СССР 10 апреля 1972 г. № 950—72).
Важными документами, устанавливающими обязательные
правила гуманного обращения с подопытными животными, яв-
ляются: приказ министра здравоохранения СССР № 755 от
12 августа 1977 г. «О мерах по дальнейшему совершенствова-
нию организационных форм работы с использованием экспери-
ментальных животных» и приказ № 701 от 27 июля 1978 г.,
«О внесении дополнений в приказ Министерства здравоохране-
ния СССР № 755 от 12.08.1977 г.»
Эти правила прежде всего устанавливают, что «к работе с
экспериментальными животными допускаются лица, имеющие
высшее медицинское, ветеринарное, зоотехническое, фармацев-
тическое или биологическое образование, разрешение на право
использования животных и несущие ответственность за соблю-
22
дение Правил». Сотрудники со средним специальным образова-
нием могут выполнять лишь простейшие манипуляции под на-
блюдением должностного лица, а общую ответственность за
подготовку и действия экспериментатора несет руководитель
подразделения, где работает лицо, допущенное к опытам.
Важнейшим требованием этих Правил является пункт 5.1,
гласящий: «Все процедуры на животном, которые могут вызвать
у него боль или иного рода мучительное состояние, проводятся
при достаточном обезболивании (под местной анестезией или
наркозом), кроме случаев использования животных для получе-
ния биологических препаратов, их контроля в иммунологических
исследованиях. Опыты с применением миорелаксантов, которые
не являются обезболивающими средствами, во всех случаях
проводятся при полном обезболивании». В дополнении к этому
пункту в приказе № 701 сказано: «Все эксперименты по воспро-
изведению шока проводятся в условиях поверхностного обезбо-
ливания. В виде исключения болезненные эксперименты могут
быть разрешены только при изучении влияния высших отделов
ЦНС на развитие шока. Разрешение на проведение таких экс-
периментов с правом дальнейшей публикации их результатов
выдает ученый совет учреждения-разработчика или головного
по проблеме учреждения». Запрещается использование живот-
ного для болезненных процедур более одного раза. В исключи-
тельных случаях вопрос о повторном применении болезненных
процедур обсуждается ученым советом данного учреждения и
санкционируется решением союзной или республиканской Ко-
миссии по экспериментальной работе.
Правилами устанавливается, что в послеоперационном пе-
риоде животное должно получать соответствующий уход и
адекватное обезболивание, а выведение его из опыта и умерщ-
вление (эвтаназия)—проводиться ответственным лицом, при
соблюдении всех требований гуманности. В публикациях обяза-
тельно должны быть указаны вид и число использованных жи-
вотных, способ обезболивания и методика эвтаназии.
Основное подразделение лаборатории, разрабатывающей раз-
личные проблемы экспериментальной хирургии — операционный
блок. В его состав входят: предоперационная (10—12 м2), опе-
рационная для собак (не менее 25 м2), операционная для мел-
ких лабораторных грызунов (до 10 м2), манипуляционная
(10—12 м2), секционная (до 10 м2) и автоклавная. В отдельных
случаях манипуляционная и операционная для мелких грызунов
могут быть совмещены.
Упомянутый выше приказ № 755 устанавливает, что наряду
со специальными помещениями для проведения экспериментов*
шкафами для хранения медикаментов, инструментария и доку-
ментации лаборатория как минимум должна иметь принадлеж-
ности для доставки и фиксации животного, набор игл и шприцев
для обезболивания, медикаментов для наркоза и эвтаназии, хи-
рургический инструментарий, наркозную аппаратуру и т. д.
23
Учитывая требования приказа и опираясь на данные лите-
ратуры и собственный опыт экспериментальной работы, можно
рекомендовать следующее типовое оснащение операционного
блока, обеспечивающее нормальную работу практически при
любой научной тематике лаборатории.
Предоперационная. Шкаф для одежды и белья, 1—2 стеклян-
ных запирающихся шкафа для медикаментов, инструментария,
принадлежностей для наркоза и т. д., стерилизатор водяной,
1—2 подставки с тазами для мытья рук, краны с горячей и хо-
лодной водой, весы для взвешивания собак и отдельные для
мелких лабораторных грызунов.
Операционная для собак. Два операционных стола с мягки-
ми матрацами обшитыми клеенкой, 2 передвижные бестеневые
лампы. Наркозный аппарат и 2 баллона с кислородом. Одна-
две подставки для биксов со стерильным бельем. Два передвиж-
ных столика для инструментария. Тазы для использованного
материала. Два штатива для переливания растворов. Аппараты
Вальдмана и Рива-Роччи для измерения венозного и артериаль-
ного давления. Электроотсос, дефибриллятор, подставка с тазом
для обработки рук хирурга во время операции. При площади
операционной 25 м2 она должна быть оборудована двумя бак-
терицидными лампами. Другая аппаратура, требующаяся в про-
цессе эксперимента, размещается в операционной только на
время опыта и убирается по его окончании.
Операционная для мелких животных. Один операционный
стол и 3—4 доски для фиксации животных. Устройство для дачи
наркоза. Передвижная бестеневая лампа. Одна бактерицидная
лампа. Таз для отходов.
Манипуляционная. Предназначается для отбора проб при
длительных наблюдениях за подопытными животными, предопе-
рационной подготовки, в частности введения в наркоз и выстри-
гания шерсти на операционном поле, эвтаназии выведенных из
опыта животных. Ее оснащение: операционный стол, передвиж-
ная бестеневая лампа, стол для размещения аппаратуры, ис-
пользуемой при экспресс-анализе, таз для отходов, 2—3 винто-
вых стула.
Автоклавная. Один дистиллятор, два вертикальных или гори-
зонтальных автоклава, шкаф для белья и стерильного материа-
ла, лабораторный стол. Это помещение оборудуется согласно
нормам, установленным законодательством по технике безопас-
ности. Обслуживающий персонал должен пройти обучение на
специальных курсах и иметь свидетельство на право работать
с автоклавами.
Секционная. Предназначена для вскрытия павших и выведен-
ных из опыта животных, отбора материала для морфологиче-
ских исследований, проведения анатомических исследований и
т. д. Ее оснащение: секционный стол, шкаф с реактивами для
фиксации материала, инъекции, хранения макро- и микроархи-
ва, стандартный набор инструментария для патологоанатомиче-
24
ского вскрытия, передвижная бестеневая и бактерицидная лам-
пы, стерилизатор, краны с горячей и холодной водой, винтовые
стулья.
Сразу же по окончании работы соответствующее помещение
должно подвергнуться влажной уборке с обработкой 5% раство-
ром хлорамина операционных столов, пола и стен. Подобной
обработке 1 раз в неделю подвергается весь операционный
блок. Накануне эксперимента операционную облучают бактери-
цидными лампами в течение 10—12 ч (обычно лампы включа-
ют на ночь).
Практика показывает, что оптимальный режим работы в
операционной, позволяющий существенно уменьшить число пос-
леоперационных осложнений, заключается в проведении не бо-
лее 3 операционных дней в неделю и не более 2 операций в
течение дня. Желательно, чтобы операционный блок обслужи-
вала постоянная медицинская сестра или лаборант со средним
образованием (он же работает и в автоклавной) и препаратор
или санитарка.
Основные документы операционного блока:
1. Операционный журнал с пронумерованными
страницами, прошитый и скрепленный печатью учреждения.
Форма его ведения произвольная, но обязательно должны от-
мечаться дата операции и ее порядковый номер; вид, масса те-
ла и пол животного; название, продолжительность и исход опе-
рации; краткое описание операции; премедикация и наркоз;
фамилия и подпись экспериментатора. Журнал общий для обе-
их операционных.
2. Манипуляционный журнал с пронумерованны-
ми страницами, прошнурованный и скрепленный печатью учреж-
дения. В нем обязательно отмечают дату, порядковый номер
манипуляции, вид, массу тела, пол животного, название опыта
и срок наблюдения, наименование манипуляции, вид обезболи-
вания и премедикации, фамилию и подпись экспериментатора.
3. Патологоанатомический журнал. Общие
требования к нему те же, что и к предыдущим. В нем фиксиру-
ют все вскрытия павших и выведенных из опыта животных. Обя-
зательно отмечают дату и порядковый номер вскрытия, вид,
массу тела, пол животного, название опыта и длительность на-
блюдения, краткий протокол и причину вскрытия, методику
эвтаназии, какие органы взяты для исследования, фамилию и
подпись проводившего вскрытие сотрудника, работавшего с дан-
ным животным. Если оно пало по причинам, не связанным с
экспериментом, на вскрытии должен присутствовать заведую-
щий виварием.
4. Журнал морфологических исследований.
Общие требования к нему те же, что и к предыдущим докумен-
там. В нем отмечают дату взятия материала, порядковый но-
мер, вид и пол животного, название эксперимента и срок на-
блюдения, пало или забито животное, взятые для исследования
25
органы, вид фиксации и для каких целей, фамилия и подпись
бравшего материал, куда он передан для исследования.
5. Протоколы опытов. Они ведутся каждым сотруд-
ником отдельно по выполняемой научной тематике. Их можно
вписывать в специальный прошитый, скрепленный печатью и
пронумерованный журнал, вести на перфокартах или на отдель-
ных листах (последние в конце года сшиваются и скрепляются
печатью). Форма протокола произвольная и может меняться в
зависимости от цели и задач эксперимента, но он обязательно
должен включать: а) порядковый номер; б) дату проведения
эксперимента; в) название темы исследования; г) вид, массу
тела, пол, возраст и число животных; д) детальное описание
премедикации, наркоза и методики эвтаназии; е) подробное
описание эксперимента; ж) дневник наблюдений и проведения
различных исследований; з) результаты исследований; и) прото-
кол вскрытия с указанием материала, взятого для морфологи-
ческих исследований, и номера по патологоанатомическому жур-
налу; к) фамилии и подписи всех, кто участвовал в операции,
включая анестезиолога.
Все вышеперечисленные документы не реже 1 раза в месяц
просматриваются руководителем лаборатории, о чем должна
свидетельствовать его подпись и дата просмотра. Эти докумен-
ты составляют обязательный минимум для любой лаборатории,
разрабатывающей различные проблемы экспериментальной хи-
рургии, являясь первичной документацией для последующей на
учной разработки и публикации полученных данных, оформле-
ния диссертационных работ и т. д. Правильное, систематическое
и аккуратное заполнение их обеспечивает надежный контроль
качества и достоверности результатов проделанной работы.
Глава 2
АНЕСТЕЗИОЛОГИЧЕСКОЕ И ОРГАНИЗАЦИОННОЕ
ОБЕСПЕЧЕНИЕ ЭКСПЕРИМЕНТА
Поскольку в период карантина собаки вполне успевают
адаптироваться к условиям вивария и привыкнуть к персоналу,
они могут быть взяты в опыт сразу же после получения резуль-
татов исследования крови на токсоплазмоз, т. е. через 3—-4 дня
после окончания карантина (34 дня после поступления в вива-
рий).
Планируя исследования по соответствующей тематике, наря-
ду с выполнением требований к беспородным собакам, изложен-
ным в предыдущей главе, следует придерживаться дополнитель-
ных правил: масса тела, возраст (не более 5—6 лет), рацион,
длительность пребывания в виварии животных, включаемых в
26
одну серию опытов, должны быть примерно одинаковы. Жела-
тельно, чтобы отобранные собаки имели черную или рыжую
масть, так как, по данным Е. Н. Сперанской (1953), они наи-
более выносливы, тогда как собаки белой масти чрезвычайно
плохо переносят оперативное вмешательство и пригодны лишь
для опытов по изучению патофизиологии тиреотоксикоза.
Самый благоприятный возраст собак, предназначенных для
использования в опытах по экспериментальной хирургии, 5—
6 лет. Однако гипофизэктомию, например, лучше переносят со-
баки в возрасте до одного года, а, по нашим наблюдениям,
моделировать некоторые виды врожденных пороков сердца и
.крупных кровеносных сосудов нужно на щенках в возрасте 3—
5 мес с тем, чтобы соответствующие гемодинамические и иные
нарушения формировались по мере роста животного, а не одно-
моментно.
Возраст собак определяют по состоянию и конфигурации
постоянных зубов, появляющихся на 4-м и 5-м месяцах жизни.
По Т. И. Побережской (1970), лучше всего ориентироваться на
строение жевательной поверхности резцов, которых у собаки на-
считывается 12.
На 1-м году они имеют по 3 отчетливо выраженных бугра
(один внутренний и два наружных). К 2-м годам стираются
наружные бугры 2 центральных резцов, к 3-летнему возрасту
исчезают бугры средних, а в 5—6 лет — крайних резцов. К это-
му возрасту шерсть на тазовых конечностях начинает расти пре-
имущественно книзу, тогда как у более молодых животных она
больше растет в горизонтальном направлении. В 10—12 лет у
собак начинается старость, проявляющаяся снижением темпе-
ратуры тела, выпадением шерсти и т. д.
В практическом отношении весьма удобна таблица опреде-
ления возраста собак по состоянию зубов, предложенная
И. П. Западнюком и соавт. (1974). При этом авторы учитыва-
ют, что у собаки имеется 32 молочных зуба (12 резцов, 4 клы-
ка и 16 коренных), сменяющихся с возрастом на 42 постоянных.
Два резца, находящихся в середине, называются зацепами, два
крайних — окрайками, а между ними расположены два средних
резца (см. приложение, табл. 1).
Охота у собак наступает 2 раза в год: в феврале и августе,
беременность длится 60—64 дня. Следует помнить, что у собак
на коже функционируют только сальные железы, а потовые
расположены лишь вокруг носа и на подушечках (мякишах)
лап. Поэтому регуляция температуры тела у них осуществляет-
ся главным образом через легкие — путем изменения частоты
дыхания.
Накануне проведения эксперимента отобранных собак по-
вторно осматривают и взвешивают, а утром в день операции
не кормят. Благодаря такому 12-часовому голоданию желудок
и проксимальные отделы кишечника полностью освобождаются
от пищи естественным, физиологическим путем. Более длитель-
27
ное голодание нежелательно, ибо оно отрицательно сказывается
на течении послеоперационного периода.
Собственно эксперимент начинается с проведения одного из
самых ответственных этапов — премедикации. Ее качество, адек-
ватность цели эксперимента и характер оперативного вмеша-
тельства существенно влияют на эффективность последующего
обезболивания, количество использованных анестетиков, состоя-
ние животного во время операции и в послеоперационном пе-
риоде.
При проведении премедикации собаку нельзя брать щипца-
ми, для фиксации челюстей нужно использовать тесемки из мяг-
кого материала, лучше всего из бинтов. Если животное в этот
период приходит в возбужденное состояние, дозу препаратов,
применяемых для премедикации, нужно либо сразу увеличить в
172 раза, либо ввести половинную дозу повторно спустя 30—
40 мин после основной. Практика показывает, что в противном
случае опыт чаще всего будет обречен на неудачу из-за ослож-
нений наркоза, требующего при этом повышенных доз анесте-
тиков, и тяжелого течения ближайшего послеоперационного пе-
риода.
Основным препаратом, рекомендуемым для премедикации у
собак во всех руководствах и монографиях по эксперименталь-
ной медицине, служит 1 % раствор гидрохлорида морфина, пред-
ставляющего собой основной алкалоид опия, или омнопон,
состоящий из 50% морфина и смеси других алкалоидов опия.
Нередко с целью премедикации применяют синтетическое про-
изводное пиперидина — промедол в виде 1—2% раствора (он
рассматривается как аналог фенил-М-метилпиридиновой части
молекулы морфина), а в последние годы появились сообщения
о применении другого синтетического производного пипериди-
на—фентанила в виде 0,005% раствора в чистом виде или в
сочетании с нейролептиком дроперидолом (таламонал). Эти пре-
параты относятся к группе А со всеми вытекающими отсюда
строжайшими требованиями к их получению, учету, хранению,
расходованию, поэтому далеко не все лаборатории имеют воз-
можность ими пользоваться.
С целью премедикации 1% раствор морфина вводят под ко-
жу. Следует помнить, что собаки по-разному реагируют на его
введение: одна и та же доза у одной собаки вызывает глубокий
сон, а у другой — лишь легкое «оглушение». По данным
Е. Н. Сперанской (1953), эффективной является доза 2 мл 1%
раствора морфина на 3 кг массы тела собаки. При операции на
печени она должна быть уменьшена до 1 мл 1% раствора на
3 кг массы тела. Чаще применяют морфин в дозе 1 мл/кг. Эта
доза вызывает достаточно глубокий морфинный наркоз. Наши
наблюдения показывают, что она вполне может быть уменьше-
на до 0,5 мл/кг, причем одномоментно можно вводить не более
15 мл 1% раствора морфина. Такая дозировка позволяет вы-
полнить под местной анестезией простейшие операции, в том
28
числе на органах брюшной полости, продолжительностью до
Р/2 ч.
Спустя 15—20 мин после введения морфина у собаки начи->
нается гиперсаливация, рвота, происходят дефекация и мочеис-
пускание (промедол подобное действие не оказывает). Для
уменьшения эметического эффекта морфина (впрочем, наблюдаю-
щегося не у всех собак) и учитывая тот факт, что наркотиче-
ские анальгетики вызывают брадикардию, повышая тонус блуж-
дающих нервов, их вводят в сочетании с 1—2 мл 0,1% раствора
сульфата атропина. Поскольку атропин угнетает секрецию пи-
щеварительных желез, его следует применять перед операцией
на органах желудочно-кишечного тракта.
Кроме того, следует иметь в виду, что морфин, омнопон н
фентанил заметно угнетают функцию дыхательного центра, мо-
гут вызвать спазм и ригидность мускулатуры конечностей, груд-
ной клетки и внутренних органов. Это влияние у промедола
выражено заметно меньше.
Продолжительность действия однократной дозы морфина
и омнопона составляет 3—5 ч, промедола 3—4 ч, фентанила —
30 мин, атропина — от 5 до 20 ч.
Еще один недостаток наркотических анестетиков: у собак
они уже во время операции способствуют дегидратации, разви-
тию метаболического ацидоза и нестабильности гемодинамики
с наклонностью к гипотонии.
Описанные выше недостатки наркотических анальгетиков*
большие чисто организационные сложности в их получении и
использовании ограничивают сферу их применения операциями*
при которых достаточно местного обезболивания, и делают их
доступными лишь крупным научно-исследовательским учрежде-
ниям, как правило, имеющим свою клиническую базу.
Кроме того, Министерством здравоохранения СССР издан
приказ № 928 от 21.09.1976 г. «О дополнительных мерах по уси-
лению борьбы с наркоманиями», пункт восьмой которого запре-
щает использование препаратов, содержащих опий при прове-
дении экспериментов на животных.
Вместе с тем современный уровень развития эксперименталь-
ной медицины и биологии характеризуется значительным услож-
нением методов воспроизведения на животных различных забо-
леваний человека, усложнением техники и повышением травма-
тичности оперативного вмешательства, выполняемого как с педа-
гогической или демонстрационной целью, так и для научных
исследований. Опыт работы с лабораторными животными сви-
детельствует, что в этих условиях премедикация с помощью
наркотических анальгетиков не дает желаемого эффекта. В ряде
случаев она не удовлетворяет потребностям эксперимента или
попросту малопригодна, как, например, при трансплантации
органов.
Современным требованиям больше отвечает премедикация с
помощью нейролептиков. Их явное преимущество перед наркоз
29
тическими анальгетиками прежде всего в отсутствии эметиче-
ского действия. Они оказывают общее успокаивающее влияние
®га организм собаки (хотя и наблюдается выраженная индиви-
дуальная чувствительность к препарату), сопровождающееся
уменьшением реакций на внешние стимулы, ослаблением психо-
моторного возбуждения и аффективной напряженности, подав-
лением чувства страха и ослаблением агрессивности [Машков-
ский М. Д„ 1977].
В сочетании с антигистаминными препаратами, оказываю-
щими седативное действие, и ненаркотическими анальгетиками
нейролептики во всех случаях позволяют добиться нужной сте-
пени снижения активности и возбудимости подопытного живот-
ного, не опасаясь побочных явлений из-за передозировки препа-
рата, и провести без особых осложнений эксперимент или вы-
полнить нужную манипуляцию. Более легко протекает и
послеоперационный период. К несомненному достоинству этих
препаратов следует отнести и то, что они входят в группу Б, что
упрощает многие организационные моменты.
Удачное сочетание препаратов, относящихся к указанным
группам, достигнуто в разработанном А. П. Кабаном в нашей
лаборатории премедикационном коктейле следующего состава:
дроперидол 0,5 мг/кг (0,2 мл 0,25% раствора), димедрол
1,5 мг/кг (0,15 мл 1% раствора) и анальгин 50—70 мг/кг (2 мл
50% раствора). В работе с собаками этот коктейль обеспечива-
ет эффективность и универсальность действия при любых, са-
мых сложных и травматичных операциях. Спустя 15—20 мин
после внутримышечного введения коктейля животное становит-
ся вялым, почти не реагирует на окружающую обстановку и
слабые раздражители, ложится и приходит в полусонное со-
стояние. Наряду с индивидуальными особенностями реакции
собак на этот коктейль, повышенной устойчивостью к нему
обладают беременные самки. В таком случае без ущерба для
качества премедикации и исхода операции дозу указанных ве-
ществ можно увеличить вдвое, но в принципе беременных жи-
вотных в опытах без крайней необходимости или если это не
диктуется условиями эксперимента лучше не использовать.
Через 15—20 мин после инъекции коктейля животное достав-
ляют в манипуляционную и укладывают на столе, не фиксируя.
Под местной анестезией 2% раствором новокаина, тщательно
соблюдая правила асептики, на одной из тазовых конечностей
выделяют малую подкожную вену, проводят через нее катетер
в заднюю полую вену.
Рану зашивают одним-двумя узловыми швами, катетер фик-
сируют к коже. При необходимости через катетер берут пробы
крови, а затем подсоединяют к нему систему для вливания
растворов. На фоне капельного вливания какого-либо кровеза-
менителя дают вводный наркоз, для чего через систему внут-
ривенно медленно вводят 3—5 мл 2% раствора гексенала. При
этом собака засыпает без каких-либо признаков возбуждения.
30
Достаточно объективным показателем наступившего нарко-
за является поворот глазного яблока внутрь к носу и появле-
ние в глазной щели белковой оболочки, а также исчезновение
мигательных движений век при легком раздражении внутренне-
го угла глазной щели.
В дальнейшем раствор гексенала можно вводить через кате-
тер дополнительно, но его общее количество в течение экспери-
мента не должно превышать 0,8—1 мг сухого вещества на 10 кг
массы тела животного в виде 2% раствора.
Хорошие результаты дает внутриплевральное или внут-
рибрюшное введение 5% раствора нембутала из расчета
0,5 мл/кг, но поскольку его действие весьма продолжительно^
его не следует применять при различных исследовательских
манипуляциях.
После наступления состояния наркоза здесь же в манипуля-
ционной проводят предварительную обработку операционного
поля, удаляя на нужном участке шерсть. Существует несколь-
ко способов ее удаления, включая применение различных депи-
ляториев, использовавшихся с этой целью еще в начале века^
Наш опыт показывает, что хотя депилятории прекрасно удаля-
ют шерсть в течение 15—20 мин и кожа в области операцион-
ного поля полностью освобождается от волос, заживление пос-
леоперационной раны в таком случае редко протекает без*
осложнений, а наличие на теле собаки довольно большого участ-
ка, полностью лишенного шерсти, постоянно вызывает ее бес-
покойство, чреватое дополнительной травмой вплоть до выгры-
зания швов. Мы считаем, что наилучший способ обработки —*
выстригание шерсти обыкновенными ножницами с последующим»
обмыванием теплой водой с мылом и просушиванием. Этими*
соображениями и обосновано требование брать в опыт только
короткошерстных собак.
Подготовленную таким образом собаку, находящуюся в со-
стоянии наркоза, с подключенной к катетеру системой для пере-
ливания, переносят в операционную, фиксируют на операцион-
ном столе в нужном положении и снимают повязку с морды.
Для фиксации лучше всего использовать тесемки из бинта. Их
надо накладывать на конечности, не затягивая тугих петель^,
так, чтобы повязка находилась проксимальнее запястного суста-
ва головной конечности и заплюсневого сустава тазовой конеч-
ности.
Если операция будет проводиться под неингаляционным нар-
козом, необходимо вывести из пасти язык, смазать его глицери-
ном или вазелиновым маслом во избежание подсыхания, и са-
мый кончик его захватить языкодержателем. Это создает воз-
можность контролировать по изменению цвета языка качество
легочной вентиляции и не допускать западения языка.
Если операция будет проходить под ингаляционным нарко-
зом, собаку интубируют трубкой соответствующего диаметра &
раздуваемой манжетой и тампонируют глотку слегка увлажнен*
3>
Рис. 1. Интубация трахеи у собаки,
а — раскрытие входа в трахею; б — введение интубационной трубки.
«ой марлей. Уточнив, что трубка действительно находится в
трахее, присоединяют наркозный аппарат. Методика интубации
(рис. 1, а, б) не отличается от таковой у человека, желательно
использовать наркозный аппарат с минимальным мертвым про-
странством.
У мелких лабораторных животных техника интубации не-
сколько отличается от принятой у собак. По А. X. Когану (1978)
-интубацию трахеи и эндотрахеальный наркоз у мелких лабора-
торных животных, в частности у крыс, проводят в следующем
^порядке.
Животное наркотизируют эфиром в банке, фиксируют животом кверху к
♦операционному столику с длинным металлическим стержнем, на котором по-
мещается зубодержатель (тонкая металлическая пластинка с отверстием, на-
девающимся на зубы). Зубодержатель, надетый на зубы, устанавливают в
•нужной позиции и фиксируют винтом; около мордочки помещают ватку, смо-
ченную эфиром. Убедившись, что наркоз достиг достаточной глубины, присту-
пают к интубации трахеи. Анатомическим пинцетом захватывают язык, ча-
стично извлекают его из ротовой полости, накладывают языкодержатель; мак-
симально, но осторожно, оттягивают язык кнаружи, прижимают его ко дну ро-
зовой полости; ручку языкодержателя фиксируют с помощью артериального
зажима к коже живота. Ватным тампоном освобождают от слизн глотку. Под
«визуальным контролем «лобной» лупы вводят левой рукой в ротовую полость
« глотку ларингоскоп. Добиваются хорошей видимости входного отверстия в
гортань, которое имеет вид треугольной щели, раскрывающейся и смыкающей-
32
ся в ритме дыхания. Затем в гортань вводят фиксированную пальцами правой
руки полиэтиленовую интубационную трубку, извлекают ларингоскоп и про-
веряют нахождение трубки в трахее с помощью пробы ватными нитями (раз-
волокненной ватой), которые, будучи поднесенными к наружному отверстию
трубки, перемещаются в такт дыханию. При отрицательной пробе интубацию
повторяют. Трубку, введенную в трахею, в случае операции на сердце пово-
рачивают косым срезом (на кончике) в сторону правого легкого, чтобы умень-
шить растяжение левого легкого — это облегчает манипуляции на сердце; труб-
ку со стороны среза можно для удобства пометить, приклеив на наружный ее
конец, находящийся вне ротовой полости, кусочек липкого пластыря. Наруж-
ный конец трубки соединяют с помощью резиновой трубки с пластмассовым
тройником, снабженным винтовым клапаном (взятым из нагнетательного бал-
лона от аппарата Рива-Роччи), а последний— с эфирницей, соединенной через
обычный стеклянный кран, вращающийся с помощью моторчика (СД—60 на
127 В, 50 Гц, 60 об/мин), с компрессором или респиратором АИ-1, который
постоянно нагнетает воздух; при этом поток воздуха ритмически (120 раз в
минуту) прерывается вращающимся стеклянным клапаном, имитирующим ды-
хательный кран, что обеспечивает активный вдох с заданной частотой; выдох
происходит пассивно.
Эфирница представляет собой бутылочку емкостью 20 мл (из-под гексена-
ла), в которую введены две толстые гемотрансфузионные иглы; муфты этих
игл через систему двух стеклянных тройников и два боковых отростка пласт-
массового тройника соединены с трубкой, введенной в трахею, и одновременно
через вращающийся кран-клапан — с респиратором. На третий отросток пласт-
массового тройника натянута резиновая трубка с винтовым зажимом типа
Моро, позволяющим менять просвет трубки и благодаря этому глубину дыха-
ния. Трубка с зажимом служит также для отведения из трахеи выдыхаемого
воздуха; ее можно удлинить, соединив с другой широкой трубкой (резиновой
или металлической диаметром Р/г—4 см), которую выводят через отверстие в
оконной раме наружу для удаления из операционной выдыхаемого эфира.
Глубину дыхания можно отчасти регулировать с помощью винтового клапана
пластмассового тройника.
Наличие двух стеклянных тройников, располагающихся непосредственно
около эфирницы, позволяет путем пережатия соединительных трубок, артери-
альным зажимом средних размеров регулировать в определенной мере состав
вдыхаемой смеси (соотношение эфира и воздуха). Эфирницу фиксируют вблизи
операционного столика, а пластмассовый тройник — с помощью муфты на ме-
таллическом стержне диаметром 5—7 мм, вмонтированном в передний край
операционного столика.
Основываясь на собственном опыте применения у собак
большинства известных анестетиков, мы считаем, что полностью
отвечают требованиям экспериментальной хирургии следующие
препараты: 1) для неингаляционного наркоза — гексенал в ви-
де 2% раствора (но не тиопентал натрия), обеспечивающий
базисный наркоз, и оксибутират натрия для основного наркоза;
2) для ингаляционного наркоза — эфирно-кислородная смесь
при обязательной искусственной вентиляции легких; 3) в от-
дельных случаях можно применять масочный эфирный наркоз,
но только когда оперативное вмешательство будет не слишком
продолжительным и травматичным.
Все остальные препараты обладают различными недостатка-
ми, проявляющимися у собак более резко, чем у человека, по-
этому для целей экспериментальной хирургии они неприемлемы.
Мы не рекомендуем также применять в ходе операции на соба-
ках миорелаксанты. Эти животные очень плохо переносят мио-
релаксанты, снять их действие весьма затруднительно, после-
3 Заказ № 418
33
операционный период протекает настолько тяжело, что часть
животных погибает уже в первые 2 дня после операции, а меж-
ду тем хорошей релаксации мышц можно достичь и в условиях
качественного эфирно-кислородного наркоза, что позволяет да-
же выполнить операцию с искусственным кровообращением.
Применяя внутривенный гексеналовый наркоз, следует пом-
нить о том, что при всех своих достоинствах гексенал не снима-
ет полностью болевую чувствительность. Почти не обладает
аналгезирующим действием и оксибутират натрия (у-оксимасля-
ная кислота — ГОМК). Поэтому во избежание шока необходимо
дополнительно ввести новокаин в рефлексогенные зоны. Пере-
дозировка или быстрое введение гексенала вызывает остановку
дыхания и паралич дыхательного центра, причем введение анти-
дотов и применение реанимационных мероприятий у собак чаще
всего безрезультатно. Поэтому приходится внимательно следить
за состоянием животного во время операции, своевременно реа-
гируя на малейшие отклонения в гемодинамике, легочной венти-
ляции и т. д. По мнению Ю. В. Берингера (1952), при передо-
зировке гексенала уменьшить его токсическое действие и уско-
рить денаркотизацию можно форсированным внутривенным
введением изотонического раствора хлорида натрия.
Основываясь на этих данных и личном опыте, мы считаем,
что независимо от объема и травматичности оперативного вме-
шательства у собак во всех случаях необходимо проводить во
время подготовки животного к операции венесекцию и устанав-
ливать катетер в задней полой вене. Это позволяет легко и опе-
ративно реагировать на возникающие осложнения и обеспечи-
вать достаточный уровень наркоза и всех физиологических пара-
метров подопытного животного.
Кроме того, собаки во время операции, даже находясь в
состоянии адекватного наркоза, реагируют на операционную
травму, в той или иной степени сопровождающуюся кровопоте-
рей, легко развивающимся метаболическим ацидозом. В связи
с перераспределением крови во внутренних органах повышается
показатель гематокрита и усиливается свертывающий потенциал
крови, поскольку у собак и в норме повышена активность свер-
тывающей системы крови. Поэтому во время операции обяза-
тельно нужно капельно вливать 500—700 мл любого кровезаме-
няющего раствора (собаки хорошо переносят изотонический
раствор хлорида натрия и рингеровский раствор, полиглюкин,
5% раствор глюкозы), до 50 мл 5% раствора гидрокарбоната
натрия, до 10 мл 2,4% раствора эуфиллина и, при необходимо-
сти, другие препараты, регулирующие основные показатели го-
меостаза.
Развитие необратимого шока, особенно геморрагического, по
данным A. Phischer (1961), можно предотвратить переливанием
крови здоровой собаки в селезеночную или воротную вену.
Следует подчеркнуть, что к наркозу у собак нужно подходить
как к очень сложной процедуре, определяющей не только успех
34
операции, но и самым непосредственным образом влияющей на
исход эксперимента. Наркоз у собаки провести даже труднее,
чем в клинике. Поэтому анестезиологическое обеспечение экс-
перимента должен осуществлять не лаборант, а только врач-
анестезиолог, имеющий опыт работы с экспериментальными жи-
вотными. Лучше потерять некоторое время на тщательную под-
готовку и организацию наркоза, чем, проведя сложную опера-
цию, потерять животное в ближайшем послеоперационном пе-
риоде из-за спешки и некачественного обезболивания.
После введения животного в наркоз и фиксации его на опе-
рационном столе необходимо присоединить аппаратуру для из-
мерения артериального и центрального венозного давления
(ЦВД).
Во многих случаях исследователи предпочитают определять
артериальное давление (АД) кровавым методом, пунктируя
артерию иглой, соединенной с ртутным манометром. Однако
этот метод хорош только для острого эксперимента и не годит-
ся, если после операции предполагается длительное наблюдение
за животным. По нашим данным, вполне объективные, сопо-
ставимые с кровавым методом, результаты могут быть получе-
ны при измерении АД тем же методом, что и у человека, т. е.
по Короткову.
Для этого манжету от аппарата Рива-Роччи нужно несколь-
ко уменьшить в размерах (до 300x50 мм) и вновь завулканизи-
ровать швы. Ее закрепляют на плече головной конечности соба-
ки, соединяют с аппаратом, и измерения проводят по обычной
методике без нанесения животному дополнительной травмы.
Измерения можно проводить как во время операции, так и пос-
ле нее в процессе взятия проб крови или проведения других
исследований.
Определение ЦВД проводят с помощью аппарата Вальдма-
на, через тройник присоединенного к катетеру, установленному
в задней полой вене оперируемой собаки. Установление нулевой
точки отсчета удобно делать по способу, предложенному И. Яна-
киевым и соавт. (1977). С этой целью толстотным циркулем или
газомером на уровне соединения рукоятки и тела грудины изме-
ряют переднезадний диаметр грудной клетки. Расстояние от
поверхности грудины до задней стенки правого предсердия вы-
числяют по формуле: у = 0,543х—1,256, где у — искомая вели-
чина, х — переднезадний диаметр грудной клетки. Полученное
расстояние наносят на тело, измеряя от середины грудины на
уровне соединения ее тела с рукояткой. Эта точка является про-
екцией правого предсердия и нулевой точкой установки аппа-
рата Вальдмана.
После окончания опыта собака должна находиться в опера-
ционной или манипуляционной до полного пробуждения. Перед
помещением в клетку ей следует ввести ненаркотические аналь-
гетики (лучше всего 4—6 мл 50% раствора анальгина) и пре-
параты седативного действия (в частности, 2—3 мл 1% раство-
3
35
Рис. 2. Постоянная катетеризация воротной вены по С. А. Селезневой и
О. П. Храбровой (1963).
а — общий вид; б — разрез катетера по длинной оси. 1 — резиновая пробка; 2 — опорное
кольцо; 3 — вводимая в кровеносный сосуд часть катетера.
ра димедрола). На следующий день введение этих препаратов
нужно повторить.
Катетер из задней полой вены, по нашим наблюдениям,
можно не извлекать в течение 3—4 дней, что существенно облег-
чает проведение необходимых исследований и вливаний. Его
выводят на кожу, закрывают просвет и защищают марле!
повязкой. В некоторых случаях катетер может быть оставлен
и на более продолжительный срок, но тогда лучше катетеризи-
ровать не полую, а наружную яремную вену, а свободный конец
катетера провести через подкожный туннель на шее и вывести
наружу через кожу теменной области. Для проведения система-
тических биохимических исследований крови, в частности, взя-
той из воротной вены, С. А. Селезнева и О. П. Храброва (1963)
предложили катетер оригинальной конструкции из полиэтилена
(рис. 2, а, б). На одном его конце помещена введенная внутрь
резиновая пробка, через которую, вкалывая иглу, и проводят
отбор проб. Ниже пробки на катетере укрепляется фиксирующее
кольцо из оргстекла, которое вшивают в апоневроз или мышцы
[цит. по А. М. Ганичкину и соавт., 1972]. При свободном содер-
жании собаки в клетке такой катетер можно использовать до
36
14—20 дней. Если по каким-либо причинам катетер оставить в
вене не удалось, каждый раз, когда нужно взять кровь для ана-
лизов или ввести лекарственный препарат, приходится пункти-
ровать вену на одной из конечностей.
Во всех случаях, когда у собаки берут кровь, зондируют
желудок или кишечник, проводят цистоскопию и другие манипу-
ляции, ей нужно вводить премедикационный коктейль. Через
15—20 мин после инъекции животное доставляют в манипуля-
ционную, укладывают на стол и выполняют исследование. Если
оно не сопровождается резкими болевыми ощущениями, собака
не проявляет агрессивности, что позволяет обойтись без ее фик-
сации к столу. В остальных случаях приходится дополнительно
прибегать к внутривенному введению 3—5 мг 2% раствора гек-
сенала, вполне достаточных для выполнения любой манипуля-
ции или исследования.
По окончании срока наблюдения вышедшее из опыта живот-
ное подлежит эвтаназии.
Естественно, эту процедуру у собак следует выполнять, со-
блюдая все меры гуманного к ним отношения, помня, что соба-
ки обладают достаточно высокоорганизованной и развитой ЦНС.
Проводя эвтаназию, необходимо также учитывать, что целый ряд
морфологических методов (например, электронная микроскопия,
гистоэнзимология, авторадиография и др.) дает достоверные
результаты только при исследовании свежего материала и взя-
того у животного вне состояния стресса.
Сочетая этот принцип с требованиями приказа М3 СССР
№ 755, мы разработали следующую методику эвтаназии: живот-
ному внутримышечно вводят премедикационный коктейль, со-
стоящий из смеси дроперидола, димедрола и анальгина в соот-
ветствующих дозировках, через 15—20 мин берут его в манипу-
ляционную и внутривенно медленно вводят 3—5 мг 2% раствора
гексенала. После наступления наркоза внутривенно макси-
мально быстро дополнительно вводят концентрированный рас-
твор гексенала общим количеством до 1 г сухого вещества.
Через 1—2 мин наступает остановка дыхания, а еще через 5—•
7 мин — остановка сердца. После этого можно приступать к
вскрытию животного и взятию материала для морфологических
исследований. Разумеется, что недопустимо проводить эвтана-
зию в помещении, где содержатся другие животные.
Методика премедикации, наркоза, обезболивания при взятии
проб и анализов, эвтаназии должна быть одинаковой у всех
собак данной серии опытов, что в какой-то степени позволит
избежать ошибок в исследованиях и выработать определенные
навыки работы с животными у персонала лаборатории.
Пока анестезиолог и его помощники наркотизируют живот-
ное и фиксируют его на операционном столе, готовятся к опе-
рации хирург и ассистенты. Опыт показывает, что бытующее
мнение о повышенной устойчивости собак к гнойной инфекции
неверно: при нарушении асептики легко развивается нагноение
37
в области послеоперационной раны, протекает оно более бурно,
чем у человека, с трудом поддается терапии, а при возникно-
вении перитонита или пневмонии, несмотря на интенсивное ле-
чение, животные, за редким исключением, погибают на 3—4-й
день. У собак выражена тенденция к осложнению локального
гнойного поражения сепсисом, который они крайне тяжело пере-
носят, хотя в отдельных случаях и удается добиться излечения.
Вероятно, здесь отрицательно сказываются непривычные усло-
вия содержания в клетке, неизбежная гиподинамия и недоста-
точно сбалансированное питание. Е. Н. Сперанская (1953) для
повышения неспецифической резистентности собак рекомендует
аутогемо- или протеинотерапию, но мы этот метод не испыты-
вали, потому собственного мнения о нем не имеем. Однако он
совершенно неприемлем, если предполагается проведение ис-
следований с воздействием на иммунную систему.
Поэтому при подготовке и проведении хирургического вме-
шательства у собак необходимо самым тщательным образом
соблюдать требования к асептике и антисептике во всех мель-
чайших деталях.
Методы стерилизации операционного белья и инструмента-
рия не отличаются от принятых в клинике. Белье обеззаражива-
ют в стерилизаторах при давлении в 1 х/2 ат. и температуре
+ 120 °C в течение 1 г/2 ч. Оно может быть использовано не поз-
же 3 сут с момента стерилизации. Хирургический инструмента-
рий, шприцы с иглами, перчатки стерилизуют непосредственно
перед операцией кипячением в дистиллированной воде с добав-
лением 2% раствора гидрокарбоната натрия в течение 45 мин
от момента закипания (перчатки кипятят в расправленном ви-
де, проложив их одним слоем марли). Допускается кипячение
инструментария в обычной воде, но тогда после операции
нужно 10—15 мин кипятить в 3—5% растворе цитрата натрия.
Скальпели, ножницы и другие режущие инструменты, хирур-
гические иглы, нарезанный шелк, катетеры и прочее за 2—3 ч
до начала эксперимента заливают 96° этиловым спиртом. Набор
хирургического инструментария и шовного материала комплек-
туется накануне или в день операции соответственно техниче-
ским особенностям предстоящего хирургического вмешатель-
ства.
Руки хирурга обрабатывают любым из принятых в настоя-
щее время способов. Каким — существенного значения не имеет,
ибо все они эффективны в равной степени. Мы предпочитаем
обработку рук в надмуравьиной кислоте («Первомур С-4»),
образующейся при смешивании муравьиной кислоты с пергид-
ролем. В соответствии с приказом министра здравоохранения
СССР № 720 от 31.07.1978 г. раствор первомура готовят и ис-
пользуют только в день операции (см. приложение, табл. 2).
Руки в течение 1 мин моют теплой водой с мылом, после чего
споласкивают водой и вытирают насухо стерильной салфеткой.
Затем на 1—3 мин погружают руки в раствор первомура, вы-
38
тирают их, обрабатывают спиртом и надевают перчатки. Прове-
дение операции на животных без перчаток недопустимо.
Надмуравьиная кислота, не повреждая кожу рук при 3-ми-
нутной экспозиции, тем не менее вызывает гемолиз эритроци-
тов и некроз тканей при попадании в рану или на слизистые
оболочки. Поэтому необходимо тщательно вытирать руки после
обработки первомуром и не пользоваться им для обработки
перчаток или инструментария в ходе операции (последние после
контакта с первомуром быстро темнеют и становятся с течением
времени непригодными к дальнейшему использованию).
Операционное поле лучше всего дважды смазывать 5% спир-
товой настойкой йода и 96° спиртом. Применение других рас-
творов у собак менее эффективно, и мы не рекомендуем ими
пользоваться.
После обработки кожи в области операционного поля собаку
полностью накрывают стерильной простыней, имеющей вырез,
и фиксируют по краям операционного поля клеммами или от-
дельными узловыми швами. Перчатки и операционное поле еще
раз смазывают слабым спиртовым раствором йода, после чего
можно приступать к операции.
Для отграничения тканей от кожи после ее рассечения и
предотвращения попадания в рану шерсти (хотя полностью из-
бежать этого не удается, а к особым осложнениям занесение
в рану нескольких шерстинок не приводит) к краям разреза
отдельными узловыми швами желательно фиксировать марле-
вые салфетки.
По окончании операции рана должна быть послойно зашита
наглухо. Практика свидетельствует, что при тщательном выпол-
нении всех этапов наркоза, операции, качественном лигирова-
нии кровоточащих сосудов и хорошем послеоперационном ухо-
де собаки относительно неплохо переносят самые сложные по-
лостные операции без серьезных осложнений. Мы рекомендуем
лишь перед наложением последних двух—трех швов на брюши-
ну или плевру влить в полость 5—10 мл 0,25—0,5% раствора
новокаина с каким-либо антибиотиком. Оставление в ране, а
тем более в брюшной или плевральной полости дренажей, кате-
теров, резиновых выпускников и т. д., как правило, способствует
развитию нагноения и к тому же вызывает у собаки беспокой-
ство и соответствующую поведенческую реакцию.
Кожную рану лучше всего зашивать отдельными узловыми
швами, используя шелковую, а не синтетическую нить. После
наложения швов рану обрабатывают 5% настойкой йода или
1 % раствором бриллиантового зеленого. Можно нанести на шов
какую-либо клеевую композицию, но накладывать повязки, под-
вязывать валики или делать марлевые наклейки не следует.
По нашим данным, внесение в рану сухих антибиотиков или
других антимикробных препаратов — бесполезная процедура.
Мы не считаем нужным вводить собаке антибиотики с профи-
лактической целью и пользуемся ими только при прямых пока-
зе
заниях и в самых крайних случаях. Как правило, заметного
улучшения результатов при введении антибиотиков не наблю-
дается, а лучшим методом профилактики раневой инфекции слу-
жит точное и безусловное соблюдение правил асептики и анти-
септики в течение всего эксперимента.
Швы на коже можно снимать при отсутствии осложнений
через один на 3—5-й день после операции, а полностью — на
7—10-й день, периодически обрабатывая рану раствором анти-
септика.
В течение 1-х суток после операции собаки получают только
воду, затем их переводят на обычный рацион. После операций
на органах желудочно-кишечного тракта собаки полностью
голодают в течение 2—3 дней. На 3-й день им дают до 200 мл
воды и внутривенно (но не подкожно, как рекомендовали ра-
нее) вводят до 500 мл (в зависимости от массы тела) какого-
либо солевого раствора. На 4-й день к воде добавляют такое
же количество разведенного пополам молока, на 6-й до 100 г
булки в молоке, еще через 3—4 дня дают мясной суп и мелко
нарезанное мясо, а затем переводят на обычный рацион. Эта
методика описана Е. Н. Сперанской еще в 1953 г. и до сих пор
себя полностью оправдывает. При операциях на кроликах и
мелких грызунах, по нашим данным, оптимальным является ма-
сочный эфирный наркоз. В отдельных работах рекомендуют у
кроликов и крыс применять внутрибрюшной гексеналовый или
нембуталовый наркоз, который у них очень трудно дозировать,
что и приводит к частой гибели во время операции. Если к тому
же учесть, что эти препараты, вызывая сон, все же не прекра-
щают полностью потока болевых импульсов и тем самым воз-
никновения шока, рекомендовать нембутал или гексенал прихо-
дится с большими оговорками. Наш опыт показывает, что ма-
сочный эфирный наркоз у кроликов, а у мышей и крыс просто
накладывание на мордочку ваты, смоченной эфиром, дает полно-
ценный и хорошо управляемый наркоз, позволяющий выполнить
любую операцию.
В заключение мы хотим напомнить о следующих важных
обстоятельствах: во-первых, в ходе эксперимента нужно стре-
миться к тому, чтобы животные были подобраны, по возмож-
ности, сходными по возрасту, полу, массе тела, длительности
пребывания в виварии, получаемому рациону; во-вторых, дол-
жны быть идентичными условия проведения наркоза и опера-
тивного вмешательства, медикаменты, применяемые во время
операции и в послеоперационном периоде; в-третьих, должны
быть идентичными условия содержания, ухода и лечения живот-
ных в послеоперационном периоде. Совершенно обязательным
является требование соблюдать одинаковые условия эвтаназии,
срок от момента наступления смерти до взятия материала для
любых морфологических (гистологических, гистохимических,
гистоэнзиматических, электронно-микроскопических и других),
биохимических исследований и т. д.
40
Желательно, конечно, проводить опыты одной серии в одно
и то же время года, но в реальных условиях это не всегда вы-
полнимо. Следует помнить также и об ответственности экспери-
ментатора за полученные результаты и их интерпретацию. Не-
достаточно объективный анализ материала или его ошибочная
трактовка может привести к ощутимым потерям и тяжелым
последствиям в клинике: разумеется, что конечная цель любого
эксперимента есть углубление наших знаний о механизмах раз-
вития заболевания и повышение качества лечения больного че-
ловека.
1 Глава 3
АНАТОМИЯ И ОСНОВНЫЕ ФИЗИОЛОГИЧЕСКИЕ
КОНСТАНТЫ СОБАКИ
Анатомия лабораторных животных, в том числе собаки, изу-
чена давно и достаточно полно. Поэтому нет необходимости
полностью приводить ее в данной работе. Сошлемся лишь на
две книги, вышедшие в последние годы, в которых можно най-
ти основные данные по этому вопросу: «Анатомия собаки»/Под
ред. Б. М. Хромова. — Л.: «Наука», 1972 и «Лабораторные жи-
вотные» И. П. Западнюка и соавт.— Киев:. «Высшая школа»,
1983. В данном разделе представлены практические важные
сведения, знание которых окажет экспериментатору помощь во
время проведения операции или при моделировании заболева-
ний. Они представляют собой обобщенные материалы, взятые
из различных литературных источников, собственных исследо-
ваний.
Таксонометрически собака относится к типу хордовых, клас-
су млекопитающих, подклассу плацентарных (или одноутроб-
ных), отряду хищных, подотряду собакообразных, семейству со-
бачьих, виду собаки домашней (Canis familiaris, рис. 3).
Используемая в экспериментальной биологии и медицине
беспородная собака в основном относится к вполне самостоя-
тельной разновидности собаки домашней, сформировавшейся на
базе межпородных скрещиваний как чистолинейных животных,
так и других представителей собакообразных. Это выносливое,
плодовитое и весьма пластичное животное, что позволяет ему
легко приспосабливаться к любой обстановке и существовать
рядом с человеком, но практически не зависимо от него. В от-
личие от собак чистых линий в популяции беспородных собак
весьма велико давление естественного отбора, уравновешенное
плодовитостью, благодаря чему среди них крайне редко наблю-
дается тяжелая, в том числе врожденная патология. Так, среди
почти 900 вскрытых нами собак только у 2 мы обнаружили
41
Рис. 3. Части тела собаки по А. Зейферту (1907).
Голова: 1 — нос с ноздрями; 2 — спинка носа; 3 — морда с верхней губой; 4 — губы;
5 — глаза с ресницами; 6 — передняя часть головы и лоб; 7 — затылок; 8 — ухо; 9 — се-
режка уха; 10 — щеки. Шея: 11—гортань; 12 —затылок; 13 — подгрудок; 14 —
гребень. Туловище: 15 —зашеек; 16 —спина; 17 — поясничная или почечная
часть; 18 — грудная стенка; 19 — передняя часть груди; 20 — нижняя часть груди; 21 —
брюхо; 22 — пах; 23 — голодная ямка; 24 — крестец; 25 — круп; 26 — бедро; 27 — хвосто-
вой придаток; 28 — хвост с подвесом; 29 — половой член. Передние конечности:
30 — плечо (верхнее); 31 — плечевой сустав; 32 — плечо; 33 — локоть; 34 — предплечье;
35 — переднее колено; 36 — пястье; 37 — пальцы; 38 — когти. Задние конечно-
сти: 39 — бедренный сустав; 40 — бедро; 41 — задний коленный сустав; 42 — голень;
43 — скакательный (пяточный) сустав; 44 — лодыжка (бабка); 45 — задние когти; 46 •—•
плюсна; 47 — пальцы; 48 — когти.
врожденную ложную диафрагмальную грыжу и у 1 — кольце-
видную поджелудочную железу.
Опорно-двигательный аппарат собаки представлен скелетом
(рис. 4), системой суставов, связок и мышечной тканью. Скелет
состоит из 271—282 костей (позвонков — 50—53; ребер — 26;
грудных костей — 8; костей черепа — 31; костей грудных, или
краниальных, конечностей — 80; костей тазовых, или каудаль-
ных, конечностей 76—84). Во внутренних полостях костей содер-
жится костный мозг, составляющий в целом 4,6% массы тела
животного. Масса скелета в высушенном состоянии составляет
8,5% массы тела.
По данным В. Н. Жеденова (1958), свежая кость содержит
50% воды, до 12,4% оссеина (коллаген), до 15,75% жира и
21,85% минеральных веществ (85% фосфата кальция, 9% кар-
боната кальция, 3% фторида кальция, до 1,5% фосфата магния,
42
Рис. 4. Скелет собаки по А. Зейферту (1907).
Голова: 1 — верхняя (передняя) челюсть; 2 — нижняя (задняя) челюсть; 3 — за-
тылочная кость; 4 — теменная кость; 5 — лобная кость; 6 — слезная кость; 7 — скуловая
кость; 8 — височная кость; 9 — большая верхнечелюстная кость; 10 — межчелюстная
кость; 11 — носовая кость; 12 — верхние коренные зубы; 13 — нижние коренные зубы;
14 — верхние и нижние клыки; 15 — верхние и нижние резцы; 16 — глазница. Туло-
вище: 17—23 — семь шейных позвонков, из которых первый (17) атлант и второй (18)
эпистрофус; 24—36 — 13 грудных позвонков; 37 — грудина; 38—44 — семь поясничных
позвонков; 45 — крестцовая кость (закрыта); 46—65 — 20 хвостовых позвонков; 66—68 —
тазовая кость, в том числе 66 — подвздошная кость, 67 — седалищная кость, 68 — срам-
ная кость; 69 — бедренный сустав. Передние конечности: 70 — лопатка;
71 — плечевой сустав; 72 — плечевая кость; 73 — локтевая кость; 74 — лучевая кость;
75 — локтевой сустав; 76 — передний коленный сустав составляют: 77 — ладьевидная
кость, 78 — треугольная кость, 79 — гороховидная кость, 80 — большая мно-
гоугольная кость, 81 — малая многоугольная кость, 82 — головчатая кость, 83 — крючко-
видная кость; 84 — пясть; 85 — большие фаланги; 86 — средние фаланги; 87 — конечные
фаланги. Задние конечности: 88 — бедренная кость; 89 — надколенная чашеч-
ка; 90 — большая берцовая кость; 91 — малая берцовая кость; 92 — коленный сустав;
93 — скакательный (голеностопный) сустав; 94 — пяточная кость; 95 — блоковидная
кость; 96 — ладьевидная кость; 97 — кубовидная кость; 98 — вторая клиновидная кость;
99 — третья клиновидная кость; 100 — первая клиновидная кость; 101 — плюсна; 102 —
большие фаланги; 103 — средние фаланги; 104 — конечные (когтевые) фаланги.
0,5% хлорида натрия и калия, 1% других минеральных ве-
ществ). Эпифизарные отделы ряда костей, особенно конечно-
стей, заполнены пластинами губчатого костного вещества, при-
дающего особую прочность суставным концам и костям черепа.
Вместе с тем в местах скопления губчатого вещества, в эпифи-
зах костей конечностей, как правило, компактное костное
вещество имеет наименьшую толщину. Поэтому для пункции
кости эти места наиболее удобны. Здесь проще всего сделать
трепанационное отверстие для взятия костного мозга, введения
43
микробных культур при моделировании остеомиелита, инъекции
красящих веществ и различных масс для наливки венозной
системы конечностей по направлению тока крови и т. д. Давле-
ние в костномозговом канале у интактных собак составляет: в
плечевой кости 540—686 ПА (55—70 мм вод. ст.), в бедренной
кости 637—235 ПА (65—75 мм вод. ст.).
На долю костного мозга в скелете приходится 30,5% массы,
что составляет 3,2% общей массы тела животного, или 162—
300 г (в среднем 217 г). Из этого количества 70%, или 152 г
(ИЗ—156 г), приходится на долю красного костного мозга;
20%, или 41 г (32—53 г), —на долю желтого костного мозга;
10%, или 30 г (19—50 г), — на долю смешанного костного моз-
га [Коржуев П. А. и др., 1968].
По данным, полученным в нашей лаборатории, наиболее
удобна для моделирования различной костной патологии (остео-
миелита, переломов и т. д.) или отработки технических деталей
оперативных вмешательств на костях бедренная кость на участ-
ке от середины до проксимального эпифиза. Эта зона богаче
всего васкуляризована, от нее обеспечен венозный отток, при
оперативном доступе со стороны внутренней поверхности бедра
наносится минимальная травма окружающим тканям и особен-
но— мышцам. Кроме того, в этом случае менее всего нару-
шается возможность собаки передвигаться, что очень важно,
так как наружные повязки, иммобилизующие устройства и т. д.
отрицательно воздействуют на животное, а в этих условиях мож-
но обойтись без них, естественно, при соответствующем медика-
ментозном обеспечении послеоперационного периода.
Гладко-мышечная ткань составляет около 8% массы тела
животного. Поперечнополосатая мускулатура собаки (рис. 5) —
около 40% общей массы тела, включая 200—250 парных и не-
парных мышц. Она состоит из 72—80% воды, 20—26% органи-
ческих веществ (в том числе 20,2% белка; 0,4% экстрактивных
веществ; 0,6% углеводов; 0,8% липоидов-фосфолипидов и холе-
стерина; 2% жиров) и 1—17г% неорганических веществ по
В. Н. Жеденову (1958). При оперативных вмешательствах на
конечностях, грудной и брюшной стенке каких-либо особенно-
стей по сравнению с техникой выполнения операций у человека
нет. Основное требование — это тщательная остановка кровоте-
чения и бережное отношение к тканям. Нежелательно пользо-
ваться лапаротомными разрезами, проходящими через мышцы
живота, так как они заживают хуже, чем разрезы по белой
линии. А. Б. Коган и С. И. Щитов (1967) рекомендуют пояснич-
ный доступ как более удобный для выполнения оперативных
вмешательств на почках, надпочечниках, полулунном узле и
чревных нервах. При выполнении торакотомии межреберные
мышцы следует пересекать в направлении, перпендикулярном
ходу волокон; при ушивании торакотомного отверстия их сши-
вать не нужно, достаточно стянуть толстыми шелковыми лига-
турами, проведенными через соседние межреберья, выше- и
44
Рис. 5. Мышцы собаки по А.-Зейферту (1907).
нижележащие ребра. .При операциях в других областях тела
следует, по возможности, избегать пересечения мышц, стараясь
отодвигать их тупыми крючками или с помощью толстых лига-
тур. ' - - - ’ /Л - ... ’ ;
Кожа у собаки довольно плотная и множеством соединитель-
нотканных перемычек сращена с поверхностной фасцией. Она
покрыта обильным шерстным покровом, менее всего развитым
(особенно у короткошерстных собак) на медиальной поверхно-
сти бедер и брюшной стенке. В коже имеется множество хоро-
шо развитых сальных желез (рис. 6). Большинство авторов
считают, что потовые железы у собак находятся только в мяки-
шах лап и вокруг носа, но, по данным A. Zeipherta (1907), в
действительности в коже собаки имеется много клубковидных
потовых желез, но они не функционируют, за исключением тех,
о которых говорилось выше. Даже при сильном и длительном
беге выделение пота весьма незначительно — терморегуляция
осуществляется за счет усиленной вентиляции легких. Вместо
пота большое количество жидкости выделяют слизистые обо-
лочки рта, и она в виде слюны обильно стекает с языка. На
концах лап находятся мякиши, представляющие собой подушко-
или валикообразные возвышения, покрытые частично ороговев-
шей кожей. Они состоят из соединительной, эластической ткани
и жира.
45
Рис. 6. Строение кожи у млекопитающих по В. Н. Жеденову (1958).
1 — эпидермис. II — основа кожи. III — подкожный слой. IV — синуозный волос. V —
кроющий волос. VI — волосяной футляр. VII — сальная железа. VIII — потовая железа.
IX — смена волос. 1 — стержень волоса; 2 — корень волоса; 3 — луковица волоса;
4 — сосочек волоса; 5 — волосяная сумка; 6 — корневое влагалище; 7 — сальная железа;
8 — потовая железа в разрезе; 9 — приподниматель волоса; 10 — синусы волосяной сум-
ки; 11 — новый волос; 12 — нервы; 13 — кожные рецепторы; 14 — артерия; 15 — вены;
16 — лимфатические сосуды; 17 — сосудистое сплетение; 18 — «линяющий» волос; слои
эпидермиса: а — роговой; б — зернистый; в — производящий; г — сосочковый; д — сет-
чатый слой дермы; е — жировая ткань подвижного слоя.
При нанесении травмы во время различных манипуляций и
оперативных вмешательств следует помнить, что рассечение
паренхимы внутренних органов, белого и серого вещества мозга
болевых ощущений не вызывает. В то же время кожа, мышцы,
суставы, сухожилия, связки, фасции, париетальная и висцераль-
ная брюшина (только при растяжении), плевра, надкостница,
стенки артерий и оболочки мозга обладают выраженной боле-
вой чувствительностью ([Коган А. Б. и Щитов С. И., 1967].
Общее количество крови составляет ’/1з массы тела собаки.
Кровопотеря в объеме 25% не вызывает существенного падения
АД, кровопотеря, составляющая 30—35% массы, сопровождает-
ся стойким снижением АД, а если она составляет 50—60% —
возникает угроза для жизни животного, но примерно половина
собак переносит подобную кровопотерю без какого-либо лече-
ния. По В. Н. Жеденову (1953), минутный объем крови на 100 г
массы внутренних органов составляет для: желудка — 21 см3,
печени — 25 см3, почки — 56 см3, селезенки — 58 см3, слюнных
желез — 76 см3, всего тела в среднем — 8,8 см3. Из всей депо-
нированной в организме крови (46% от общей массы) в печени
содержится 20%, в селезенке—16% и в коже—10%. Полный
кругооборот крови совершается за 15—18 с.
По И. Г. Крутику и Т. И. Пименовой (1971), частота сердеч-
ных сокращений у собак равна 82—125 в минуту при выражен-
46
*
•#--------1---------------------------A u
I
^JPLrL4*4—1*4*4^
чЦаХ>Ц, 44Д4-Л 444^4-
<1VL
r
J
Л^^тут ТЛППГТ
Рис. 7. Электрокардиограмма ненаркотизированной собаки по И. Г. Крутику
и Т. И. Пименовой.
а — стоя, б — сидя, в — лежа, на животе, г — на правом боку, д — на левом боку.
ной дыхательной аритмии. Особенностью электрокардиограммы
является прямая зависимость конфигурации зубцов и длитель-
ности интервалов между ними от положения животного. Поэто-
му в каждой серии опытов необходимо вести эти исследования
только в одном и том же положении собаки.
Длительность интервалов ЭКГ (рис. 7) в среднем составляет
PQ— 0,12, QT — 0,12, ТР — 0,31, QRS— 0,06, длительность зуб-
ца Рц—0,036 с. Амплитуда зубцов Р, Q, R, S и Т во втором
стандартном отведении составляет соответственно 0,24—0,34—
1,50—0,14—0,20 мВ. Зубец Т положителен в половине случаев
при положении животного стоя и лежа на животе. В 32—49%
зубец Т двухфазный с первой отрицательной фазой. При расче-
те корригированного значения длительности Q—Т (К) необхо-
димо учитывать частоту сердечных сокращений, при частоте до
125 в минуту используют коэффициент (К) 0,247, а при частоте,
превышающей 125 в минуту, — коэффициент 0,291. Масса сердца
у собаки составляет 5,9—13 г/кг массы тела животного. В абсо-
лютных значениях это составляет 40—670 г с кровью, заполняю-
щей полости сердца, или 29—493 г без крови. Оно находится
почти в горизонтальном положении.
47
Рис. 8. Сердечно-сосудистая система собаки по А. Зейферту (1907).
В общих чертах анатомия сердечно-сосудистой системы
(рис. 8 и рис. 9) собаки сколько-нибудь существенным образом
не отличается от анатомии сердечно-сосудистой системы чело-
века, что делает собаку наиболее удобным объектом для моде-
лирования кардиоваскулярной патологии. Вместе с тем имеются
и некоторые отличия чисто физиологического и функционального
плана, которые необходимо учитывать при планировании и осу-
ществлении эксперимента. Так, если у человека перевязка или
тромбоз бедренной артерии ведет к неизбежной ампутации ниж-
ней конечности, то у собаки ее перевязка каких-либо нарушений
не вызывает, так как нарушение кровотока по основному ство-
лу легко компенсируется многочисленными хорошо развитыми
коллатералями (рис. 10). В то же время перевязка магистраль-
ной артерии краниальной конечности приводит к ее резкой ише-.
мии примерно у 70—75% животных.
Если артерии конечностей анастомозируют между собой на
уровне достаточно крупных стволов, то выключение из кровото-
ка даже магистрального сосуда легко компенсируется.
Артерии кишечника поджелудочной железы и некоторых
других внутренних органов анастомозируют между собой лишь
на уровне артериол и капилляров (рис. И). Особенно четко
это заметно в органах, происходящих из нескольких эмбрио-
нальных зачатков (например, общий желчный проток или под-
48
Рис. 9. Строение (схема) сердца
у млекопитающих по В. Н. Жеде-
нову (1958).
а — правая половина; б — левая поло-
вина сердца. I — правое предсердие,
Р — левое предсердие; 2 — правый же-
лудочек, 21 — левый желудочек; 3 —
перегородка между желудочками, З1 —
перегородка между предсердиями; 4 —
краниальная полая вена; 5 — каудаль-
ная полая вена; 6—межвенный буго-
рок; 7 — легочные вены; 8 — правое
предсердно-желудочковое отверстие, 81—
левое предсердно-желудочковое отвер-
стие; 9 — правый трехстворчатый кла-
пан, 91 — левый двухстворчатый клапан;
10 — сосковидные мускулы; 11 •— сухо-»
жильные хорды; 12 — выводные части
(конусы) желудочков; 13 — клапан ле-
гочной артерии (с тремя полулунными
створками). 131 — клапан аорты (с тре-
мя полулунными створками); 14 —
легочная артерия; 15 —- аорта; 16 — ве-
нечная борозда; 17 — верхушка сердца.
желудочная железа). Кишечные артерии, в частности, перед
погружением в стенку кишки 1—6 раз ветвятся в брыжейке, а
после вступления в стенку кишки образуют две сосудистые сети:
одна — поверхностная, тонкая — располагается субсерозно, вто-
рая образует подслизистое сплетение. Длина отрезка кишки,
васкуляризуемая одной артерией, отходящей от краниальной
или каудальной брыжеечных артерий, составляет 15—27 см»
[Тоидзе Н. Т., 1967]. Анастомозы на уровне артериол и капил-
ляров функционально неполноценны.
У собак нет групп крови, подобных человеку. Поэтому пере-
ливание относительно небольших количеств крови или пересадка
органов допустимы без определения совместимости. Но если
требуется переливание 400—500 мл крови и более, проводят
соответствующие серологические реакции, позволяющие выявить
индивидуальную совместимость донора и реципиента по лейко-
цитарным и особенно по тромбоцитарным антигенам. Эритроцит
тарные антигены у собак представлены семью (А, В, С, D, Е,
F, G) антигенными детерминантами, обусловливающими обра-
зование гемагглютининов. В 1968 г. Р. Rubinstein и соавт. сооб-
щили об обнаружении еще 11 эритроцитарных антигенов, влия-
ющих на продолжительность существования аллотрансплантата
кожи. Они наследуются независимо друг от друга как актосо-
мальные детерминанты.
По данным С. М. Белоцкого и соавт. (1976), у интактных
собак противолейкоцитарные антитела, как правило, не встре-
чаются, тогда как противотромбоцитарные выявляются у боль-
шинства животных. Эти тромбоагглютинины наследуются по
менделевскому типу и контролируются аутосомно-доминантны-
ми генами. Распределение этих антигенов отрицательно корре-
лирует с лейкоцитарной системой DLA и эритроцитарной DE.
4 Заказ № 418
49
Рис. 10. Артерии задней конечности собаки.
Ангиограмма. Инъекция массой Гауха.
Развитие посттрансфузионных осложнений главным образом и
зависит от совместимости по тромбоцитарным антигенам, при-
чем изоволемическая перфузия в объеме 50% крови реципиен-
та при наличии у последнего тромбоагглютининов к антигенам
донора приводит к развитию тяжелой, часто смертельной, реак-
ции.
Состав периферической крови у беспородных собак по
А. Г. Ряжкину (1967) следующий: эритроциты 5,3-1012—
б,7-1012/л; лейкоциты 8,7-109—16,8- 109/л; нейтрофилы юные
О—1,7%; нейтрофилы палочкоядерные 4,5—23,7%; нейтрофилы
►сегментоядерные 21,3—60,5%; лимфоциты 3,1—20,5%; моноци-
ты 4,1 — 10,5%; эозинофилы 0,0—6,5%; базофилы 0,0—1,2; тром-
боциты 49—310 тыс/мм3; ретикулоциты — 0,0—3%; цветной
показатель 0,4—0,6; СОЭ 6,0—15,0 мм/ч; гематокрит 45—53%;
гемоглобин 115—176 г/л.
Система лимфатических сосудов представлена лимфатически-
ми щелями, куда поступает жидкая часть лимфы, перифериче-
ской сетью лимфатических капилляров, лимфатических сосудов,
регионарных лимфатических узлов и постнодулярных сосудов.
По этой системе лимфа поступает в грудной проток, начинаю-
щийся расширением на уровне Li, идущий параллельно аорте
несколько дорсальнее последней и впадающий в области левого
венозного угла, где сливаются яремная и подключичная вены.
50
Рис. 11. Артерии поджелудочной железы собаки.
Ангиограмма. Инъекция массой Гауха.
Правый лимфатический проток собирает лимфу от правой полог-
вины головы, шеи, грудной конечности, органов грудной полости!
и впадает в правый венозный угол. Лимфатические сосуды снаб>
жены большим числом клапанов, препятствующих обратному/
току лимфы. Согласно данным И. П. Западнюка и соавт. (1983),.
лимфа грудного протока на 94—96% состоит из воды, содержит
2—4,5% белка (в том числе 0,5% фибриногена), 0,1% сахара
и 0,2—0,8% жира. Периферическая лимфа содержит: 3—3,2 г/л»
белка, 25 ммоль/л небелкового азота, 4 ммоль/л мочевины,,
124 мк моль/л креатина, 7,3 ммоль/л глюкозы, 4,84 мг/100 мл
аминокислот, 200,5 ммоль/л хлоридов, 3,8 общего и 1,90 неорга-
нического фосфора (ммоль/л) и 2,45 ммоль/л кальция. Среднее
число лейкоцитов в лимфе грудного протока составляет
10,5- 109/л, из них 89% лимфоцитов. В периферической лимфе
конечности содержится 0,55-109 лейкоцитов/л, из них 50% лим-
фоцитов.
Лимфатические узлы входят в систему органов иммунитета,
состоящую из вилочковой железы, или тимуса, костного мозга,
небных миндалин, лимфоидных солитарных и агрегатных фолли-
кулов (пейеровых бляшек) (рис. 12), скоплений лимфоидных
клеток в подслизистом слое легких, кишечника и желудка, в
коже и т. д. При активной антигенной стимуляции возрастает
4*
51
Рис. 12. Агрегатные лимфатические фолликулы тонкой кишки собаки через
5 сут после инъекции антигена.
Окраска гематоксилином и эозином. Х150.
число лимфатических фолликулов в кишечнике и наблюдается
образование агрегатов лимфоидно-макрофагальных клеточных
элементов в сальнике и брюшине. В отличие от человека, у ко-
торого агрегатные лимфатические фолликулы сконцентрированы
преимущественно в области илеоцекального угла кишечника, у
собаки они равномерно распределены по всему кишечнику в
виде овальных плоских образований. Предполагается, что агре-
гатные фолликулы кишечника — аналог сумки Фабриция у птиц
и относятся к группе центральных органов иммунитета вместе
с вилочковой железой. Исследования, проведенные в нашей ла-
боратории, подтверждают это мнение и позволяют окончательно
отнести эти образования к центральным органам иммунитета.
Они раньше других лимфоидных органов реагируют на введен-
ный антиген, а образующиеся в них активированные Т- и В-
лимфоциты в большом числе мигрируют в периферические лим-
фатические узлы и костный мозг.
Головной мозг собаки имеет ряд хорошо выраженных борозд
и извилин в обоих полушариях. Его абсолютная масса в сред-
нем 66—138 г, крайние варианты 32—180 г, что составляет 0,3—
1 % массы тела животного и относится к ней как 1 : 37— 1 : 100.
Спинной мозг имеет форму вытянутого цилиндра длиной до
38 см. Он подразделяется на 8 шейных, 13 грудных, 7 пояснич-
ных, 3 крестцовых и 5—6 копчиковых сегментов, каждому из
которых соответствует пара дорсальных и пара вентральных
52
корешков. Нижние поясничные, крестцовые и копчиковые кореш-
ки расположены вертикально и образуют «конский хвост», а
задние сегменты спинного мозга на уровне LVi—vn образуют
спинномозговой конус. Масса спинного мозга составляет 13 г,
он легче головного в 5 раз ЦГиндце Б. К., 1937; Адрианов О. С.
и Меринг Г. А., 1959].
Дужки позвонков, образующие спинномозговой канал, очень
мощные, особенно в грудном отделе. Поэтому для его вскрытия
с целью проведения операций на спинном мозге наиболее под-
ходящим участком считают область сегментов Тхп—Ьщ, где они
тоньше всего. При пересечении спинного мозга последний сразу
сокращается, образуется диастаз до 1 — Р/2 см.
Детальная анатомия головного и спинного мозга собаки
дана в «Атласе мозга собаки» О. С. Адрианова и Г. А. Меринг —
М.: Медгиз, 1959.
Вегетативная нервная система представлена, как и у других
млекопитающих, двумя отделами: симпатическим и парасимпа-
тическим. Она иннервирует внутренние органы и регулирует их
жизненно важные функции, в том числе инкрецию гормонов,
тонус сердечно-сосудистой системы, обмен веществ и т. д. В це-
лом ее строение подобно строению вегетативной нервной систе-
мы у человека, отличаясь лишь в незначительных деталях, как,
например, отсутствием у собаки среднего шейного симпатиче-
ского узла. В отличие от нервных стволов соматической нервной
системы вегетативные нервы не образуют толстых стволов. Пре-
ганглионарные волокна одеты миелиновой оболочкой без пере-
хватов Ранвье, их диаметр 1,8—7,0 мкм. Постганглионарные
волокна безмякотные, серые и очень тонкие. Вегетативные нер-
вы смешанные, имеют в своем составе афферентные и эфферент-
ны волокна. Эфферентные волокна выходят из ЦНС через ниж-
ние корешки спинномозговых нервов, афферентные — через
верхние спинномозговые корешки и черепно-мозговые нервы.
В многочисленных сплетениях и узлах происходит смешивание
и объединение в общие волокна симпатических и парасимпати-
ческих нервов, идущих в этих нервных стволах в виде осевых
цилиндров, но полностью сохраняющих при этом свою самостоя-
тельность.
Цереброспинальная жидкость образуется в сосудистых спле-
тениях желудочков мозга, объем ее у собаки в зависимости от
массы тела составляет 8—20 мл, отток жидкости совершается
частично по пахионовым грануляциям, но главным образом —
через капилляры паутинной оболочки.
Пищеварительный аппарат собаки представлен слюнными
железами, пищеводом, желудком, тонкой и толстой кишками,
печенью, поджелудочной железой. Продвижение пищи по пище-
варительному каналу у собаки осуществляется в течение 12—
15 ч по В. Н. Жеденову (1958). Общая длина толстой кишки
составляет 0,45 м, в том числе слепая кишка 0,05 м (11,1%),
ободочная кишка 0,30 м (66,7%) и прямая кишка 0,1 м (22,2%).
53
Рис. 13. Солитарный лим-
фатический фолликул, об-
разовавшийся в подсли-
зистом слое желчного
пузыря собаки через 7 сут
после антигенной стиму-
ляции.
Окраска гематоксилином а
эозином. X 156.
По своему строению она более всего приближается к строению
толстой кишки человека. Печень состоит из 5—6 долей, каждая1
из них имеет собственную ножку, состоящую из ветви- воротной
вены, печеночной артерии и желчевыводящего протока. Это соз<-
дает определенные удобства для проведения различных экспе-
риментов по моделированию печеночной недостаточности, выяс-
нению допустимого объема резекции печени и т. д. Масса пе-
чени составляет 127—1350 г, или 2,8—3,4% от общей массы
тела животного. Длина желчного пузыря составляет 4—10 см.
Своим дном он выступает за вентральный край печени, сопри-
касаясь с брюшиной, выстилающей вентральную поверхность
брюшной стенки. При антигенной стимуляции в подслизистом
слое образуются скопления лимфоидно-макрофагальных клеточ-
ных элементов типа солитарных лимфатических фолликулов
(рис. 13).
Строение поджелудочной железы в основном такое же, как
и у других млекопитающих из отряда хищных, но есть и прису-
щие собакам особенности 1[Умовист М. Н. и др., 1978]. Так, под-
желудочная железа собаки четко делится на 3 доли — левую,,
среднюю и правую. Левая доля тесно примыкает к сосудам се-
лезенки и васкуляризуется веточками селезеночной артерии;
средняя — прилежит к начальному отделу двенадцатиперстной
кишки, причем ее кровоснабжение осуществляется ветвями пан-
креатодуоденальной артерии, общими для кишки и железы*
правая — свободно лежит между листками брыжейки двенадца-
типерстной кишки в направлении от последней к корню брыжей-
54
Рис. 14. Васкуляризация
левой доли поджелу’
дочной железы собаки
ветвью краниальной бры-
жеечной артерии.
Ангиограмма. Инъекция мае»
сой Гауха.
ки и васкуляризуется ветвью краниальной брыжеечной артерии.
По нашим данным, в 5% случаев и левая доля железы получает
кровоснабжение от краниальной брыжеечной артерии (рис. 14).
Выводной проток железы впадает в двенадцатиперстную кишку
примерно на границе между средней и правой долями, проходит
в косом направлении между мышечными волокнами стенки
кишки, выполняющими роль сфинктера, и открывается неболь-
шим белесоватым сосочком на слизистой оболочке кишки по ее
вентральной поверхности всегда отдельно от общего желчного
протока на расстоянии до Р/2 см от него. Упоминающийся мно-
гими авторами добавочный выводной проток в наших исследо-
ваниях (273 вскрытия) не встретился (рис. 15).
По данным А. С. Зарзар (1968), давление в главном вывод-
ном протоке поджелудочной железы у интактной собаки состав-
ляет 26—38 мм вод. ст. при измерении аппаратом Вальдмана.
Резервная емкость протоков равна 0,1—0,15 мл. Но если имеет-
ся добавочный выводной проток, самостоятельно открывающий-
ся в просвет двенадцатиперстной кишки, или дренирование
протоковой системы обеспечено каким-либо другим способом,
допустимо введение до 8 мл жидкости. При этом давление в
протоках после введения первых 0,8 мл повышается до 148 мм,
а затем и выше, но повреждения ацинусов не происходит.
Внутриорганные анастомозы между ветвями 3 снабжающих
железу артерий существуют лишь на уровне капилляров и ар-
териол и потому в функциональном отношении неполноценны.
Масса поджелудочной железы составляет 130—150 г, или
55
Рис. 15. Выводные про-
токи поджелудочной же-
лезы собаки.
Рентгенограмма. Инъекция
массой Гауха.
0,13—0,35% общей массы тела животного. Площадь внешнесек-
реторной паренхимы достигает 10 м2. Пороки развития подже-
лудочной железы встречаются редко. Из 900 вскрытых нами
собак лишь у одной обнаружена кольцевидная поджелудочная
железа.
По данным Г. Д. Мыша (1983), в 100 мл желудочного сока
собак содержится 57,3 мг мукопротеинов, 38 мг глюкозаминов,
101 мг сиаловых кислот по дифениламиновой реакции или 135 мг
по реакции Эрлиха. Уровень его протеолитической активности
в ответ на введение 50° спирта составляет 1500 мг/100 мл, а
протеолитическая активность пепсина равна 3310 мг/100 мл.
Другие органы и системы собаки каких-либо существенных,
присущих только этому животному, отличий не имеют. Основные
физиологические константы собаки даны в приложении (см.
табл. 3—10).
Глава 4
ТЕХНИКА ВЫПОЛНЕНИЯ ТИПОВЫХ ОПЕРАЦИЙ
НА СОБАКАХ
Пункция и секция кровеносных сосудов. Для пункции лучше
всего использовать дистальные отделы подкожных вен конеч-
ностей. Наиболее доступна малая подкожная вена тазовой ко-
56
вечности в области латеральной лодыжки. После премедика-
ции собаку с завязанной мордой укладывают на бок. Заднюю
конечность фиксируют в несколько выпрямленном состоянии
к операционному столу за плюсневый сустав. Помощник, удер-
живая собаку на столе в лежачем положении, пальцами свобод-
ной руки охватывает бедро у коленного сустава и слегка сжи-
мает его, чтобы вызвать застой крови в подкожных венах.
С этой целью можно пользоваться и резиновым жгутом. В об-
ласти пункции проксимальнее латеральной лодыжки кожу об-
рабатывают 3—5 % настойкой йода, фиксируют вену правым
пальцем левой руки (у собак подкожные вены легко подвижны
и поэтому их пунктировать непросто) и двумя движениями, на-
правленными под углом около 30° к поверхности кожи, прока-
лывают сначала кожу, что требует заметных усилий, а затем
прокалывают стенку вены, продвигая иглу в ее просвет как мож-
но дальше.
В момент появления из иглы капли крови помощник отпус-
кает лапу собаки или снимает жгут. Дают вытечь нескольким
каплям крови, после чего приступают к отбору проб или вве-
дению лекарственных препаратов. Путем венепункции удается
получить до 30 мл крови, а затем игла тромбируется. Промы-
вание существенной помощи не оказывает, ибо игла тромби-
руется снова. При взятии крови жгут накладывают вновь так,
чтобы не остановить кровоток в артерии, или помощник перио-
дически сдавливает бедро собаки проксимальнее коленного
сустава. По извлечении иглы место пункции прижимают марле-
вым шариком.
Секцию также всего удобнее выполнять на малой подкож-
ной вене задней конечности (рис. 16). После выстригания
шерсти и обработки йодом операционное поле обкладывают
стерильным материалом и проводят местную анестезию 3—5 мл
1—2 % раствора новокаина.
На протяжении 2—3 см рассекают кожу, подкожную клет-
чатку, поверхностную фасцию и тупым путем выделяют из окру-
жающих тканей вену. Под нее подводят две лигатуры, прокси-
мальную подтягивают кверху, натягивая вену, а дистальную
завязывают у самого угла раны. Держа в натянутом состоянии
проксимальную лигатуру, глазным скальпелем или сосудистыми
ножницами надсекают стенку вены, вводят в просвет одну
браншу зажима «москит» и захватывают стенку, расширяя от-
верстие. Затем в просвет вводят иглу соответствующего диамет-
ра или катетер, проводят его в заднюю полую вену и фикси-
руют, завязывая проксимальную лигатуру. После извлечения
иглы или катетера вену перевязывают, а рану зашивают на-
глухо.
Для взятия крови из артерии удобнее всего использовать
бедренную артерию в области бедренного треугольника. Пунк-
цию и секцию артерии выполняют по тем же правилам, но
после секции отверстие в артерии нужно ушить, используя
57
Рис. 16. Выделение малой подкожной вены задней конечности собаки.
Рис. 17. Выделение бедренной артерии в области бедренного треугольника.
атравматическую иглу с нитью № 4—6,0, чтобы сохранить ее
проходимость.
Выделяя артерию в области бедренного треугольника, рас-
сечение мягких тканей осуществляют по проекции артерии,
определяемой пальпаторно по пульсации. Рассекают кожу, под-
кожную клетчатку и поверхностную фасцию, края раны раздви-
гают с помощью крючков (рис. 17). Тупым путем расслаивают
портняжную и гребешковую мышцы, ножницами вскрывают фас-
циальное влагалище, окружающее бедренную артерию, вену и
скрытый нерв. Артерия расположена латеральнее вены, отли-
чаясь от последней белесоватым цветом и видимой пульсацией.
При выделении артерии следует, во-первых, тщательно от-
граничиться от вены и, во-вторых, помнить, что бедренная арте-
рия на протяжении отдает краниальную и латеральную огибаю-
щие бедренные артерии. Сохранить их, как правило, не удается.
Потому лучше сразу же перевязать и пересечь их между двумя
58
лигатурами, не боясь вызвать некроз, ибо артерии задней
конечности у собак очень широко анастомозируют между собой.
На дистальный конец хорошо мобилизованной артерии на-
кладывают сосудистый зажим, а на проксимальный — лигатуру,
подтягивая которую прекращают доступ крови. Затем артерию
надсекают сосудистыми ножницами или скальпелем, расширяют
отверстие, захватив край надсеченной стенки мягким кровооста-
навливающим зажимом, и вводят в просвет артерии, имеющей
здесь диаметр до 0,5 см, иглу или катетер соответствующего
диаметра. Без ущерба для животного можно получить до 200 мл
крови, восполнив кровопотерю переливанием адекватного объема
кровезаменителя или солевого раствора.
Катетер или иглу извлекают, отверстие в артерии ушивают
обвивным швом нитью № 4—6,0 на атравматической игле, сни-
мают зажим, а затем лигатуру. Просачивание крови через шов
останавливают прижатием на 5 мин марлевым шариком. Рану
послойно зашивают наглухо.
В некоторых случаях, например, для быстрого обескровли-
вания собаки, измерения АД по способу Ван Леерсума (пред-
ложенному еще в 1911 г. и заключающемуся в определении
давления в сонной артерии, выведенной в кожный лоскут) или
кровавым способом необходимо выделение сонной артерии.
По Н. С. Короткевичу (1953) ее обнажают на уровне гортани
или в каудальном отделе шеи.
С этой целью по проекции сонной артерии, определяемой
пальпаторно, от подъязычной кости в каудальном направлении
рассекают кожу, подкожную клетчатку и поверхностную фас-
цию. Обнажается расположенная в фасциальном влагалище на-
ружная яремная вена. Края раны раздвигают тупыми крюч-
ками и обнажают весь сосудисто-нервный пучок. Фасциальное
влагалище вскрывают ножницами, выделяют сонную артерию,
лежащую между наружной яремной веной и вагосимпатическим
стволом.
Затем под артерию подводят лигатуры, подтягивая кверху,
освобождают ее от окружающих тканей на протяжении 2—3 см
и проводят дальнейшие манипуляции согласно плану экспери-
мента. Односторонняя перевязка сонной артерии на состоянии
животного заметным образом не сказывается.
Все операции на артериях необходимо проводить под внутри-
венным гексеналовым наркозом.
Наложение сосудистого шва. Отрабатывать технику сосуди-
стого шва удобнее всего на бедренной или общей сонной арте-
рии у собак массой тела 18—20 кг. Наркоз — внутривенный
гексеналовый. Техника выделения артерии описана выше. На
освобожденный от окружающих тканей ствол, например, бед-
ренной артерии накладывают сосудистые зажимы, сначала
проксимальный, затем дистальный. После этого приступают
к подготовке сосуда к наложению сосудистого шва.
В основном применяют два вида швов: 1) циркулярный
59
Рис. 18. Виды швов, применяющиеся при анастомозировании сосудов.
а, б — циркулярный сосудистый шов; в — боковой шов; г — шов при анастомозе сосудов
конец в бок,
обвивной (при пересечении или разрыве сосуда, протезирова-
нии, анастомозировании конец в конец или конец в бок) и
2) боковой (при краевых дефектах стенки, анастомозировании
конец в бок или бок в бок, пластических операциях и т. д.).
Если есть возможность, боковой шов следует накладывать не
параллельно, а перпендикулярно или под углом к длинной оси
сосуда, чтобы не вызвать чрезмерного сужения (рис. 18, а, б,
в, г).
Предложенные для сшивания сосудов различные аппараты,
кольца и другие приспособления широкого распространения на
практике не получили и потому на методике их применения мы
не останавливаемся. По нашему мнению, время, затраченное
на наложение сосудистого шва вручную, окупается качеством
анастомоза. Поэтому основным является ручной шов, наложен-
ный с помощью специальных атравматических игл одноразового
пользования, в ушко которых запрессована лучше шелковая
или синтетическая нить. Частные технические детали опреде-
ляются особенностями поражения сосудов при том или ином за-
болевании, их диаметром и клинической подготовкой хирурга.
Техника наложения сосудистого шва у собак не отличается от
технических приемов, используемых в клинике.
Первое теоретическое обоснование применения сосудистого
шва и описание динамики заживления стенки артерии после его
наложения принадлежит русскому ученому А. А. Ясиновскому
(1889). В 1894 г. П. И. Тихонов разработал методику сосуди-
стого шва, проходящего через все слои сосудистой стенки
(в 1899 г. аналогичное сообщение сделано Р. Dorfler, цит. по
Ю. М. Лопухину, 1971), а в 1896 г. Л. В. Орлов сообщил об
успешном наложении бокового шва на стенку артерии, повреж-
денной во время опеоации. В 1902 г. известный французский
хирург A. Carrel разраоотал в эксперименте и применил в кли-
нике при пересадке сосудов обвивной циркулярный сосудистый
шов, техника которого была несколько упрощена в 1909 г.
А. Н. Морозовой, предложившей рассекать сосуд в косом на-
60
правлении и использовать две держалки, а не три, как пред*
лагал A. Carrel. В целом методика оказалась настолько удач-
ной, что шов Карреля в модификации Морозовой применяется
и в настоящее время.
Циркулярный сосудистый шов. Технически шов
Карреля—Морозовой достаточно прост. После выделения и мо-
билизации на протяжении 3—4 см артерии на нее накладывают
сосудистые зажимы и пересекают под углом 45° по отношению
к длинной оси для увеличения диаметра будущего анастомоза.
Из шприца под небольшим давлением просвет отрезков сосуда
промывают солевым раствором с гепарином, удаляя сгусткн
крови. После перерезки сосуда его мышечная оболочка сокра-
щается. Наружная соединительнотканная оболочка (адвенти-
ция) такой способностью не обладает, она заворачивается в про-
свет сосуда, поэтому ее необходимо удалить. Адвентицию
захватывают сосудистым пинцетом, слегка натягивают по осн
сосуда и отсекают на уровне среза. Этого, как правило, вполне
достаточно для того, чтобы адвентиция не препятствовала сопо-
ставлению слоев стенки артерии и вместе с тем не нарушалась
ее васкуляризация.
По методу Карреля по окружности сшиваемых отрезков
сосуда на равном удалении друг от друга накладывают через
все слои 3 шва-держалки (по методу Морозовой таких швов —
два). Осторожно подтягивая за концы нитей, сопоставляют
края отрезков артерии так, чтобы их внутренняя оболочка
соприкоснулась по всему периметру и слегка вывернулась на-
ружу и завязывают их двумя (если нить из натурального шелка)
или тремя узлами (если нить синтетическая). Затем, натянув
два ближайших отрезка нити, не имеющих на конце атравмати-
ческой иглы, накладывают между ними на сопоставленные
стенки сосуда обвивной шов через все слои последовательно на
каждом сегменте окружности сосуда, связывая шовную нить
с каждой нитью-держалкой. В процессе наложения шва помощ-
ник постепенно поворачивает сосуд вокруг оси, постоянно держа
в натянутом состоянии как швы-держалки, так и нить, которой
накладывают шов.
Закончив сшивание отрезков артерии, последовательно сни-
мают сначала дистальный, а затем проксимальный зажимы.
Просачивание крови между стенками шва или из мест вкола
иглы останавливают прижатием сухим марлевым шариком
в течение 5—7 мин. Если после этого герметичность шва не
восстанавливается, на соответствующее место накладывают до-
полнительный узловой шов. Учитывая, что в послеоперационном
периоде возможно нагноение раны, с целью профилактики арро-
зивного кровотечения из анастомоза по методу, разработанному
В. Г. Тупикиным в нашей лаборатории, рекомендуется, хорошо
осушив шов и прилегающие участки стенки сосуда, нанести на
него клеевую композицию. Последняя рассасывается в течение
14—16 дней, наступает эндотелизация анастомоза.
61
Рис. 19. Наложение артериове-
нозной фистулы. Сшивание зад-
них стенок артерии и вены.
Боковой сосудистый шов.
При анастомозировании конец в
бок в стенке магистрального сосуда
вырезают отверстие, близкое по
диаметру с анастомозируемым сосу-
дом, сопоставляют его края с края-
ми отверстия с помощью наклады-
ваемых по диаметру 2 швов-держа-
лок и сшивают их стенки циркуляр-
ным обвивным швом.
несколько модификаций этого мето-
да (например, с сохранением участ-
ка стенки, образующегося при вы-
резании отверстия в магистральном
сосуде), но широкого распростране-
ния в экспериментальной хирургии
они не получили, поскольку лишь
усложняют технику выполнения
операции. Обязательным условием
успешного выполнения такого ана-
стомоза является расположение
анастомозируемого сосуда под уг-
лом до 45° по отношению к магист-
ральному, благодаря чему увеличи-
вается диаметр анастомоза, что яв-
ляется действенной мерой профи-
лактики тромбоза.
При боковом разрыве сосуда
без дефекта стенки накладывают
по углам раны 2 шва-держалки, завязывают их и ушивают
рану обвивным швом через все слои, строго следя за тем, что-
бы сопоставить края внутренней оболочки и не захватить в шов
адвентицию. При наличии дефекта стенки или если по условиям
эксперимента просвет сосуда необходимо расширить, вшивают
заплату из стенки аутовены. Технически операция не отличается
ют предыдущей.
Наложение бокового шва при анастомозировании сосудов
бок в бок лучше всего рассмотреть на модели создания арте-
риовенозной фистулы (рис. 19). Для этого в бедренном тре-
угольнике выделяют бедренные артерию и вену. На их дисталь-
«ые и проксимальные концы накладывают сосудистые зажимы.
Рассекают стенку обоих сосудов на протяжении до 2!/а—3 см
и иссекают края, чтобы образовался дефект стенки, занимающий
до V4 периметра сосуда, иначе в послеоперационном периоде
края фистулы сомкнутся и наступит самоизлечение.
Двумя швами-держалками сопоставляют артерию и вену по
углам разреза так, чтобы их внутренняя оболочка соприкаса-
лась.
Натягивают концы нитей, не имеющих иглы. Другим отрез-
62
ком нити, на конце которого имеется атравматическая иглаг
обвивным швом через все слои сшивают сначала внутренние
стенки артерии и вены так, чтобы интима обязательно сопри-
касалась, а затем — наружные. Возникновение артериовенозной
фистулы и ее функционирование определяется по систоличе-
скому шуму в области анастомоза. При строгом соблюдении?
всех технических деталей операции и отсутствии в послеопера-
ционном периоде нагноения самоизлечение может наступить на
12—16-й день не более чем у 2 % животных.
Лапаротомия. В руководствах по экспериментальной хирур-
гии описаны различные методики вскрытия брюшной полости:
срединный, боковой, параректальный, поперечный разрез и т. д.
В какой-то мере это разнообразие обусловлено стремлением
перенести на животное методы, применяющиеся в клинике, т. е.
своеобразная антропогенизация эксперимента.
По нашим данным, если по плану эксперимента предпола-
гается выживание и последующее длительное наблюдение за
животным, наиболее приемлемым способом вскрытия брюшной
полости является срединная лапаротомия. Другие разрезы
передней брюшной стенки собаки переносят плохо и они редко
заживают без осложнений. Если же предстоит острый опыт или
животное используется в качестве донора при аллотранспланта-
ции органов, можно применить любой другой разрез, включая
крестообразный, торакоабдоминальный и т. д. Только при алло-
трансплантации печени у реципиента может быть также исполь-
зован торакоабдоминальный доступ тогда, когда оказывается
невозможным иначе наложить анастомоз между полыми венами
трансплантата и реципиента.
Техника срединной лапаротомии следующая. Под наркозом,
после обработки операционного поля разрезом от мечевидного*
хряща до пупочного рубца или дистальнее его на 3—-4 см, но
не доходя до лонного сочленения, рассекают кожу, подкожную
клетчатку и поверхностную фасцию.
Останавливают кровотечение из подкожных сосудов. Крюч-
ками раздвигают ткани и находят белую линию, иногда плохо
видимую, так как у собак она очень тонкая. Разрез по белой
линии начинают отступя каудальнее не менее чем на 2 см от
мечевидного хряща, ибо непосредственно под ним расположен
мечевидный плевральный синус, повреждение которого ведет
к двустороннему пневмотораксу и остановке дыхания. Затем
рассекают апоневроз и захватывают пинцетами брюшину. При-
мерно у половины собак из-за слабого развития жировой клет-
чатки брюшина, апоневроз и белая линия настолько тесно при-
легают друг к другу, что их раздельное рассечение удается не
всегда. Существенного значения это не имеет, но нужно иметь
в виду, что при положении собаки на спине в области средней
линии краниальнее пупочного рубца может предлежать селе-
зенка, а каудальнее — мочевой пузырь, нередко растянутый
(рис. 20). Поэтому все действия по вскрытию брюшной полости
63
Рис. 20. Предлежание в
лапаротомную рану селе-
зенки и мочевого пузыря.
Видны петли тонкой кишки,
покрытые большим саль-
ником.
проводят осторожно, под визуальным контролем. Вскрыв на од-
ном участке брюшину, следует ввести в отверстие желобоватый
зонд, брюшное зеркало или пальцы, чтобы оттеснить предлежа-
щие органы и без помех широко рассечь брюшину.
Затем рану обкладывают по краям салфетками, фиксируя
их к брюшине зажимами или отдельными узловыми швами.
Вводя в рану расширитель любой конструкции, можно получить
прекрасный доступ к любому органу брюшной полости, ветвям
брюшной аорты, почкам, надпочечникам и т. д.
Зашивать рану передней брюшной стенки лучше всего от-
дельными узловыми швами в два этажа: первый ряд сшивает
брюшину и апоневроз, второй — кожу, подкожную клетчатку
и поверхностную фасцию. Непрерывный шов любой модифика-
ции в данном случае непригоден, ибо некоторые собаки выгры-
зают швы и при непрерывном шве в таком случае наступает
эвентрация.
64
Торакотомия. Присту-
пая к торакотомии у со-
бак, следует иметь в ви-
ду, что форма и объем
грудной полости не точ-
но соответствуют ее ко-
стному остову прежде все-
го из-за резко выражен-
ного краниального распо-
ложения куполов диа-
фрагмы. Очень редко
встречаются и врожден-
ные пороки диафрамы:
из 950 собак, подвергну-
тых патологоанатомичес-
кому исследованию, у 2
обнаружена правосторон-
няя ложная диафрагмаль-
ная грыжа с расположе-
нием повернутой в сагит-
тальной плоскости печени,
частично желудка и ки-
шечника в правой плев-
ральной полости (рис.
21) [Кейсевич Л. В. и др.,
1978].
Плевра у собак почти на всем протяжении плотно сращена
с внутренней грудной фасцией и их разделение практически
невозможно. Анатомически имеются 2 (правый и левый) плев-
ральных мешка. Перегородка между ними образована сраще-
нием висцеральных листков правого и левого плевральных меш-
ков. Она расположена в сагиттальной плоскости между груди-
ной и позвоночным столбом, покрывая снаружи органы
средостения. Но на практике же существование этой перегород-
ки можно не принимать во внимание, ибо при вскрытии грудной
полости и возникновении пневмоторакса она сразу же разры-
вается, и наступает коллапс обоих легких. Поэтому любая опе-
рация, связанная с торакотомией, а также резекция ребра,
должна выполняться только в условиях искусственной вентиля-
ции легких (ИВЛ), тем более что собаки вообще чрезвычайно
плохо переносят пневмоторакс.
Техника торакотомии заключается в следующем. Под инту-
бационным эфирно-кислородным наркозом собаку фиксируют
в положении на боку. В области третьего—пятого межреберья,
параллельно ему разрезом, начинающимся отступя 4—5 см от
остистых отростков, рассекают кожу и подкожную клетчатку
на всем протяжении до грудины.
Поскольку кожа на грудной клетке легко подвижна, реко-
мендуем разрез ее проводить на одно межреберье дистальнее
5 Заказ № 418
65
или проксимальнее, затем смещать разрезанную кожу в меж-
реберье, намеченное для торакотомии. При зашивании раны
благодаря этому будет достигнута лучшая герметизация по-
лости плевры и, кроме того, в случае нагноения поверхностных
тканей гнойно-воспалительный процесс не распространяется
сразу на мышцы и плевру.
После рассечения кожи и подкожной клетчатки останавли-
вают кровотечение из подкожных сосудов и рассекают апонев-
роз с межреберными мышцами, вскрывая полость плевры. Раз-
рез не должен доходить до грудины на 3—4 см, чтобы не повре-
дить внутреннюю грудную артерию. Проводя гемостаз,
раздвигают ребра ранорасширителем и выполняют намеченную
операцию. По ее окончании удаляют расширитель и последова-
тельно сшивают сначала одним рядом узловых швов плевру,
внутреннюю грудную фасцию и мышцы; перед завязыванием
последнего шва в полость плевры вливают раствор новокаина
с антибиотиком широкого спектра действия, максимально раз-
дувают легкие для ликвидации пневмоторакса и только после
этого завязывают шов. При просачивании воздуха накладывают
дополнительные швы, а затем узловым швом зашивают кожу.
Линию швов дополнительно можно покрыть, предварительно
тщательно осушив, какой-нибудь клеевой композицией.
Ю. М. Лопухин (1971) рекомендует перед сшиванием мяг-
ких тканей межреберного промежутка наложить в дистальном и
проксимальном углу раны 6—7 узловых швов (толстым шел-
ком), охватывающих прилегающие к ране ребра, чтобы свести
их и тем самым ослабить натяжение, приведя мышцы в сопри-
косновение.
Шов желудка и кишечника накладывают после пункции,
резекции или анастомозирования с другими органами. Пунк-
ционное отверстие в стенке желудка или кишки закрывают
обычным кисетным или Z-образным одноэтажным швом. Во всех
остальных случаях накладывают двухэтажный узловой шов.
Сначала по углам разреза или по диаметру органа накла-
дывают 2 шва-держалки, затем — первый ряд швов, проходя-
щий через слизистую и мышечную оболочки; смазывают его
спиртом, сменяют инструменты, салфетки вокруг органа, обра-
батывают руки и накладывают второй ряд швов, проходящих
через мышечную и серозную оболочки. Шов также смазывают
спиртом или слабым раствором йода, проверяют проходимость
анастомоза, удаляют швы-держалки, после чего проводят туа-
лет брюшной полости и ушивают рану передней брюшной стенки.
Практика показывает, что другие виды швов в опытах на
собаках лишь усложняют технику эксперимента, но сколько-
нибудь заметно его результаты не улучшают. Поэтому их сле-
дует использовать с целью обучения или для демонстрации.
Техника наложения швов описана в руководствах по оператив-
ной хирургии, предназначенных для клиники.
Шов паренхиматозных органов (легкие, печень, селезенка,
56
поджелудочная железа). Основным видом шва остается одно- и
двухрядный узловой шов, предпочтительнее шелковой нитью.
При шве легкого можно применить металлизованный кетгут.
Ушивая рану легкого, первый ряд швов накладывают либо
по типу рантового проксимальнее зажима с последующим от-
сечением размозженной зажимом ткани, либо накладывают
узловой шов. В обоих случаях второй ряд швов — только узло-
вой. Его назначение — погрузить первый ряд и улучшить герме-
тизацию всей линии швов, так как туго затягивать швы не реко-
мендуется во избежание прорезывания. Использование различ-
ных аппаратов для ушивания ткани легкого или его корня
у собак во время эксперимента нецелесообразно. Ими лучше
пользоваться с учебными или демонстрационными целями.
Шов печени накладывают, как правило, с целью гемостаза
после резекции или ранения ее паренхимы.
В этих случаях, отступив на 2—3 см от края раны, ее
паренхиму прокалывают круглой иглой, прошивают отдельными
П-образными швами и, постепенно стягивая их, под контролем
зрения останавливают кровотечение. Затем к месту поврежде-
ния подшивают сальник. После остановки кровотечения поверх-
ность печени в области повреждения можно обработать меди-
цинским клеем. Для уменьшения степени прорезывания швов
под них можно подложить полоску из фасции. Если в лабора-
тории имеется безыгольный инъектор, в некоторых случаях,
главным образом при капиллярном кровотечении, его можно
остановить, нагнетая им клеевую композицию в паренхиму
печени под давлением.
При резекциях поджелудочной железы у собак для преду-
преждения вторичных кровотечений и развития других ослож-
нений нужно прежде всего на поверхности среза найти и пере-
вязать отдельно выводной проток. Он, как правило, хорошо
виден в виде белесоватого сосочка, из которого постоянно вы-
деляется прозрачная жидкость. Проток захватывают зажимом
«москит», слегка подтягивают и перевязывают шелком.
Если собака крупная (массой 18—25 кг), размеры подже-
лудочной железы позволяют обнаружить на плоскости среза и
перевязать с прошиванием паренхимы отдельные крупные
сосуды, после чего обработку культи можно считать закончен-
ной. Если железа небольшая, нужно, отступив от края культи
0,5—1 см, просто наложить толстую шелковую лигатуру, затя-
гивая ее так, чтобы прекратилось видимое кровотечение. При
этом сдавливается и выводной проток. Окутывание брюшиной
не нужно, ибо сальник фиксируется к этому месту самостоя-
тельно. Повреждение паренхимы железы, если оно не сопровож-
дается кровотечением из крупного сосуда, ушивают атравмати-
ческими узловыми швами только с целью гемостаза без покры-
тия брюшиной места повреждения.
Остановка кровотечения из селезенки путем наложения швов
даже с использованием различных дополнительных приемов —
5* 67
Рис. 22. Пункционная биопсия печени.
практически невозможна.
Успеха можно добиться
лишь при поверхностных
повреждениях паренхимы
длиной до 3—4 см. При по-
вреждениях или резекциях
селезенки можно наклады-
вать П-образные швы, под-
крепив их сальником на
ножке, обкалывающие швы
и т. д., применять клеевые
композиции, но все это ред-
ко приводит к успеху. Поэто-
му при повреждении селе-
зенки во время операции мы
рекомендуем сразу же ее
удалять. Технически эта опе-
рация не сложна и заключа-
ется в последовательной пе~
ревязке и пересечении меж-
ду двумя лигатурами каж-
дого (в отдельности) из мно-
гочисленных кровеносных сосудов у самых ворот, как можно
ближе к паренхиме, чтобы не нанести дополнительную травму
поджелудочной железе.
Пункционная биопсия и образование фистул выводных про-
токов органов пищеварения в условиях хронического экспери-
мента. Все указанные операции выполняются при строгом со-
блюдении правил асептики и антисептики, под внутривенным
наркозом гексеналом или оксибутиратом натрия на фоне пре-
медикации.
Как указывает Ю. М. Лопухин (1971), пункционная биопсия,
в частности печени (рис. 22), впервые предложена в 1883 г.
К- Biett и J. Stanly. Но систематически использовать этот ме-
тод в клинике стали лишь в последние десятилетия, когда зна-
чительно расширились возможности профилактики, своевремен-
ной диагностики и лечения изредка наблюдающихся после этой
процедуры осложнений, особенно кровотечений. По сравнению
с клиническими условиями в эксперименте метод пункционной
биопсии выглядит несколько проще, ибо в опыте всегда имеется
возможность во время операции фиксировать нужный орган
изнутри к плевре или брюшине в заранее намеченном месте.
Следовательно, в эксперименте можно стандартизовать мето-
дику исследования, что очень важно для последующей стати-
стической обработки.
Кроме кожи, костей и некоторых других тканей, метод ис-
пользуют для исследования легких, реже печени, селезенки,
почки и поджелудочной железы. С этой целью во время опера-
ции соответствующий орган фиксируют несколькими узловыми
68
шелковыми швами к париетальной плевре или брюшине, отме-
тив его проекцию на коже. Место фиксации надо выбирать с та-
ким расчетом, чтобы по возможности избежать натяжения швов,
иначе когда собака выйдет из состояния наркоза и обретет
подвижность, швы прорежутся и операция окажется неэффек-
тивной.
Для обеспечения более надежного контакта органа с парие-
тальным листком серозной оболочки можно индуцировать асеп-
тическое воспаление путем экскориации поверхности органа и
серозной оболочки, смазывания их поверхности спиртом, йодом
и т. д. Спайки образуются на 4—6-й день, тогда же стихает
и воспаление.
Недостаток этого метода заключается в постоянно сущест-
вующей угрозе образования свища, особенно если присоеди-
няется инфекция. Для профилактики рекомендуем, во-первых,
перед проколом кожи смещать ее на 1—2 см; во-вторых, после
извлечения иглы тампонировать образовавшийся канал меди-
цинским клеем в композиции с антибиотиком широкого спектра
действия. Достоинство же метода в том, что можно проследить
динамику патоморфоза моделируемого процесса на одном
подопытном животном. Частота пункции, естественно, опреде-
ляется потребностями эксперимента и состоянием животного, но
не должна проводиться чаще, чем через 3—4 дня.
Необходимо также отметить, что толщина поджелудочной
железы у собак не превышает 0,8—1,2 см, в связи с чем для
выполнения пункционной биопсии ее лучше вывести из брюшной
полости, заключив в подкожный карман по Лопухину. С этой
целью после срединной лапаротомии вправо от разреза на про-
тяжении 5—6 см отсепаровывают кожу, формируя подкожный
карман. Подтягивают к ране двенадцатиперстную кишку и
укладывают в образованный карман правую долю поджелудоч-
ной железы, свободно лежащую между листками брыжейки
каудальной части двенадцатиперстной кишки. Туда же поме-
щают и свободный край сальника. Железу и сальник фиксируют
в кармане узловыми швами и ушивают карман так, чтобы при
этом не сдавить ткань железы. Двенадцатиперстную кишку фик-
сируют в этом месте к брюшине 2—3 узловыми швами, захва-
тывающими и мышцы. Ушивают рану передней брюшной стенки
до поджелудочной железы, а кожу зашивают наглухо. К взятию
проб можно приступать через 10—14 дней.
Методы создания фистул выводных протоков органов пище-
варения в основном разработаны еще И. П. Павловым и его
учениками в конце XIX — начале XX века. Предложенные в по-
следующие годы модификации этих методов чего-либо принци-
пиально нового не внесли. Поэтому операции приводятся глав-
ным образом по описанию Е. Н. Сперанской (1953) с незначи-
тельными дополнениями чисто практического характера. Наи-
более распространена методика наложения фистулы слюнного
69
Рис. 23. Слюнные железы собаки по В. Н. Жеденову (1958).
1 — околоушная железа; 2 — ее проток; 3 — подчелюстная железа; 4 — ее проток; 5—»
большая подъязычная железа; 6 — ее проток; 7 — малая подъязычная железа; 8 — верх*
няя щечная (орбитальная или скуловая) железа; 9 — ее проток; 10 — добавочная часть
железы со своим протоком; 11 — подъязычная железа.
протока, так как их анатомическое расположение (рис. 23)
весьма удобно для выполнения операции.
Для наложения фистулы слюнного прото-
ка необходимо прежде всего на слизистой оболочке рта отыс-
кать его отверстие и ввести в проток зонд (рис. 24, а). Вокруг
наружного отверстия протока вырезают кружок из слизистой
оболочки диаметром 8—10 мм и берут его на держалки
(рис. 24,6). Чтобы впоследствии не спутать лигатуры и не пере-
крутить проток, их нужно отметить, а лучше всего сразу же
брать нити разных цветов. Осторожно подтягивая за эти дер-
жалки, углубляют разрез до подслизистого слоя щеки и выде-
ляют проток с окружающей соединительной тканью (иначе про-
ток обязательно травмируется и дальнейшая операция беспо-
лезна) на протяжении 4—5 см. Со стороны полости рта
прокалывают скальпелем ткани щеки, вводят в отверстие пин-
цет, захватывают им лигатуры, удаляют из протока зонд и
70
Рис. 24. Наложение фистулы слюнного протока по Е. Н. Сперанской (1953).
а, б — этапы операции.
выводят отсепарованный проток на кожу, которую иссекают
в виде воронки и фиксируют по ее краям окружающую проток
слизистую оболочку несколькими узловыми швами. Операцион-
ное поле обрабатывают антисептическим раствором и смазывают
стерильным вазелиновым маслом, следя, чтобы оно не попало
внутрь протока. При выведении слюнного протока на кожу нуж-
но избегать его натяжения, иначе он через несколько дней втя-
нется в глубину раны и обтурируется.
Для создания фистулы желудка путем сре-
динной лапаротомии вскрывают брюшную полость. Подтягивая
за большой сальник, извлекают в рану желудок и удерживают
его марлевыми салфетками. На передней поверхности желудка,
отступив 3—4 см от большой кривизны, выбирают наиболее
широкое пространство между 2 сосудами и затем толстой шел-
ковой тканью накладывают серозно-мышечный кисетный шов
в виде эллипса, больший диаметр которого расположен парал-
лельно ходу сосудов. Внутри кисетного шва рассекают стенку
желудка до подслизистого слоя. Мягким зажимом захватывают
выступивший в рану подслизистый слой, надсекают его и сли-
зистую оболочку, вводят в отверстие крючки и, раздвигая их,
расширяют отверстие. Стенку желудка все время удерживают на
весу, чтобы его содержимое, хотя оно и удаляется отсосом, не
затекло в брюшную полость.
Вращательным движением в образовавшееся отверстие вво-
дят закрытую пробкой фистульную трубку (из стекла, пласт-
массы или металла) и крепко затягивают кисетный шов, следя
за тем, чтобы слизистая оболочка не выступала между стенкой
желудка и фистульной трубкой. Обрабатывают мышечную обо-
лочку желудка и фистульную трубку спиртом или йодом, на-
кладывают второй кисетный шов, отступя от первого на один
сантиметр, и затягивают его вокруг трубки так, чтобы он пол-
ностью погрузил первый шов (рис. 25,а, б, в). Для обеспечения
более полного слипания стенки желудка с париетальной брю-
71
a
Рис. 25. Наложение фистулы желудка
по И. П. Павлову.
а — место наложения фистулы на теле же-
лудка; б — канюля для образования фистулы;
в — фиксация канюли в отверстие стенки же-
лудка.
шиной на трубку одевают свободный край большого сальника и
желудок погружают в брюшную полость.
Трубку можно вывести наружу через краниальный край раны
передней брюшной стенки, но лучше сделать это через допол-
нительный разрез боковой стенки живота. Для этого прокалы-
вают ее скальпелем, свинчивают с фистульной трубки верхний
диск и проводят ее в образовавшееся отверстие. Предварительно
по сторонам трубки на желудок накладывают 2 серозно-мышеч-
ных шва и, не завязывая их, выводят через брюшную стенку
наружу. Затем ушивают лапаротомное отверстие, затягивают
и завязывают поддерживающие швы (через 1 сут они должны
быть сняты), навинчивают на фистульную трубку диск и уши-
вают вокруг нее кожную рану. Через 8—10 дней собака может
быть использована для эксперимента.
По И. П. Павлову для операции выведения протока
поджелудочной железы лучше использовать собак
с широкой грудной клеткой, с углом между ребрами и груди-
ной, приближающимся к прямому. В отличие от человека общий
желчный и главный панкреатический протоки у собак всегда
впадают в двенадцатиперстную кишку раздельно на расстояние
1—l'/г см, что весьма облегчает операцию. Ее методика состоит
в следующем (рис. 26, а, б).
После срединной лапаротомии в рану извлекают краниаль-
ный отдел двенадцатиперстной кишки с поджелудочной железой.
Его укладывают на ладонь левой руки и фиксируют первым
пальцем. Выводной проток находится примерно на 1 см прокси-
мальнее места отделения правой доли поджелудочной железы
от двенадцатиперстной кишки непосредственно под кишечными
ветвями поджелудочно-двенадцатиперстной артерии, которые
осторожно сдвигают в сторону, после чего становится виден
проток в виде короткой беловатой перемычки между стенкой
кишки и железой.
72
Рис. 26. Наложение фистулы выводного про-
тока поджелудочной железы по И. П. Павлову,
а, б — этапы операции; объяснения в тексте.
Слегка распластывая кишку на пальцах левой руки, опре-
деляют ход интрамуральной части выводного протока, видимого
как белый тяж длиной 5—8 мм в стенке кишки. Отступя от
него на 3—5 мм, вырезают проток с прилегающими участками
кишки и сосочком, стремясь сохранить возможно большее число
питающих сосудов. По обычным правилам ушивают дефект в
стенке кишки.
Краниальный отдел двенадцатиперстной кишки на том его
отрезке, где к нему прилежит средняя доля поджелудочной
железы, 2—3 швами фиксируют к париетальной брюшине и,
избегая натяжения, либо через лапаротомное отверстие, либо
через дополнительный разрез (лучше) выводят проток на кожу.
При этом нужно следить, чтобы окружающие ткани его не пере-
жимали и чтобы не было перекрута. Слизистую оболочку кишки
вокруг сосочка следует осторожно соскоблить. В коже вырезают
отверстие, равное по размерам лоскуту кишки, и фиксируют
его к краям кожного дефекта узловыми шелковыми швами так,
чтобы мышечная оболочка кишки соприкасалась с тканью кожи.
Учитывая техническую сложность этой операции и большое
число неудач, составляющее около 50%, мы рекомендуем более
простой метод образования фистулы выводного протока подже-
лудочной железы, сочетающийся с одновременным наложением
дуоденальной фистулы (рис. 27).
Срединным лапаротомным разрезом вскрывают брюшную
73
Рис. 27. Одномоментное наложение фистулы
желчного пузыря, выводного протока подже-
лудочной железы и двенадцатиперстной кишки.
полость, извлекают в
рану краниальный от-
дел двенадцатиперст-
ной кишки с прилежа-
щей к нему средней до-
лей поджелудочной же-
лезы, фиксируют его
на ладони левой руки,
отыскивают выводной
проток железы и под-
водят под него лигату-
ру. Отступя от брыже-
ечного края кишки на
р/2—2 см, в области
впадения выводного
протока накладывают
серозно-мышечный ки-
сетный шов и пункти-
руют двенадцатиперст-
ную кишку. Через пунк-
ционное отверстие в
просвет кишки вводят
катетер, остающийся
затем в кишке, и сое-
диненную с другим ка-
тетером иглу с оливо-
образным утолщением
на конце.
Через сосочек иглу
проводят в выводной
проток и укрепляют там, затягивая лигатуру выше утолщения
на игле так, чтобы по возможности не слишком сильно сдавить
стенку протока. Затягивают вокруг катетеров кисетный шов и
накладывают второй, погружающий первый. Тремя—четырьмя
узловыми швами фиксируют без натяжения двенадцатиперстную
кишку к париетальной брюшине, а катетер через дополнитель-
ное отверстие выводят на кожу, после чего ушивают наглухо
рану передней брюшной стенки. Диаметр катетера для выводно-
го протока поджелудочной железы не должен превышать 2 мм,
а для просвета кишки — 4 мм.
Справедливо полагая, что хирургическая травма сказывается
отрицательно на функции выводного протока поджелудочной
железы, так же как и его длительная канюляция, Г. Б. Мхита-
рова (1968) предложила более физиологичный способ получения
панкреатического сока в хроническом эксперименте (рис. 28).
В области выводного протока железы со стороны слизистой
оболочки двенадцатиперстной кишки подшивают специальную
канюлю, которую пропускают через вшитую в противоположную
стенку кишки фистулу Басова, выводя ее на кожу. Фистула
74
Рис. 28, Наложение фистулы вы-
водного протока поджелудочной
железы по Г. Б. Мхитаровой
(1968).
Объяснения в тексте.
Рис. 29. Наложение фистулы вы-
водного протока поджелудочной
железы по В. Л. Губарю (1970).
для затруднения оттока содержимого из изо
а — образование отверстия в стенке
изолированного фрагмента тонкой киш-
ки; б — образование суженного участка
лированного фрагмента тонкой кишки; в — канюляция изолированного фрагмента тонкой
кишки; в — канюляция изолированного фрагмента тонкой кишки; г, д, е — этапы выде-
ления и имплантация в изолированный фрагмент тонкой кишки выводного протока под-»
желудочной железы.
Басова фиксирует двенадцатиперстную кишку к брюшной стен-
ке, препятствуя смещениям. Достоинство этого метода состоит в
том, что сама железа и ее выводные протоки никаким манипу-
ляциям не подвергаются.
В. Л. Губарь '(1970) разработал следующую методику обра-
зования фистулы выводного протока поджелудочной железы
(рис. 29). У наркотизированной собаки срединным лапаротом-
ным разрезом вскрывают брюшную полость и в рану выводят
двенадцатиперстную кишку. Иссекают отрезок этой кишки дли-
ной до 20 см и восстанавливают непрерывность кишечника.
В проксимальный конец изолированного отрезка кишки встав-
ляют канюлю, выводят ее через стенку кишки наружу и уши-
вают кисетным швом. Второй конец кишечной петли суживают
на кишечном жоме, ввернув часть стенки внутрь. Накладывают
серо-серозный шов, а образовавшуюся внутреннюю губу иссе-
кают. Этот конец анастомозируют с двенадцатиперстной кишкой
конец в бок, несколько сужая анастомоз, чтобы не было заброса
в эту петлю содержимого кишки. Имплантируют в изолирован-
ную петлю выводной проток поджелудочной железы с участком
75
стенки кишки. Выводят канюлю через брюшную стенку наружу
и фиксируют к коже. Ушивают лапаротомное отверстие и навин-
чивают на канюлю заглушку. В течение 4—5 дней после опера-
ции собаке дают только воду. Способ позволяет постоянно полу-
чать сок поджелудочной железы, а в промежутках между отбо-
ром проб он поступает в кишечник, не нарушая процесс
пищеварения.
Классическая методика наложения фистулы желч-
ного пузыря разработана И. П. Павловым в двух вариан-
тах. Первый предусматривает вшивание фистульной трубки,
второй — подшивание желчного пузыря к коже с последующим
вскрытием его просвета. Техника операции в обоих случаях до-
статочно проста, но требует тщательного соблюдения всех дета-
лей, ибо в противном случае опыт не удастся.
Срединным лапаротомным разрезом вскрывают брюшную по-
лость, оттягивают кверху правую реберную дугу и низводят
печень. Дно пузыря захватывают мягким зажимом и подтяги-
вают к верхнему углу раны. Атравматической иглой и шелковой
нитью накладывают кисетный шов, стараясь не проколоть сли-
зистую оболочку. Пунктируют желчный пузырь в центре кисет-
ного шва и отсасывают желчь. В месте пункции между двумя
пинцетами рассекают стенку пузыря и в образовавшееся отвер-
стие вводят фистульную трубку. Ее наружный диаметр не дол-
жен превышать 0,8 см, а длина — 5 см.
Затягивают кисетный шов, надевают на трубку свободный
край сальника и выводят ее наружу через дополнительный раз-
рез боковой стенки живота. Если по плану эксперимента тре-
буется собирать всю секретируемую желчь, то перевязывают
общий желчный проток, но в этом случае собака должна еже-
дневно получать с пищей до 50 мл желчи. Рану передней брюш-
ной стенки послойно зашивают наглухо.
По второму варианту дно желчного пузыря подтягивают
к брюшине передней брюшной стенки и фиксируют к ней не-
сколькими узловыми шелковыми швами. В этом месте, как пра-
вило, по сосковой линии, делают дополнительный разрез и
мышцы брюшной стенки подшивают к желчному пузырю так,
чтобы оставался обнаженный участок его стенки диаметром до
10 мм. Спустя 2—3 сут, когда образуются сращения между
мышцами и желчным пузырем, его стенку на открытом участке
прокалывают скальпелем. Недостаток этого способа в том, что
через несколько дней обычно присоединяется инфекция, поэтому
для ее профилактики собаку нужно держать в станке. Постоян-
ное истечение желчи из такой фистулы, хотя она и слизывается
собакой, требует строго ухода и туалета раны несколько раз
в сутки.
Наряду с фистулой желчного пузыря для изучения динамики
желчеотделения выводят на кожу живота общий желчный
проток, отсекая его вместе с участком стенки двенадцати-
перстной кишки. Техника этой операции не отличается от тех-
76
Рис. 30, Канюлирование обще-
го желчного протока по Ю.
М. Лопухину.
а, б — этапы операции. Объяснения
тексте.
ники выведения протока поджелудочной железы. Ее можно со-
четать с фистулой желчного пузыря.
Хорошие результаты дает канюлирование общего желчного
или печеночного протоков по Ю. М. Лопухину (рис. 30, а). После
вскрытия брюшной полости перевязывают и пересекают пузыр-
ный проток, отсосав из пузыря желчь и герметизировав пунк-
ционное отверстие кисетным швом. Затем у места впадения
в двенадцатиперстную кишку перевязывают общий желчный
проток. Готовят систему, состоящую из стеклянной канюли,
резиновой трубкой соединяющейся с У-образной трубкой из
стекла, на другой конец которой также надета резиновая труб-
ка. Стеклянную канюлю вводят в общий желчный проток,
фиксируют в нем и пересекают проток дистальнее канюли. Всю
систему, включающую канюлю, резиновую трубку и У-образ-
ную стеклянную трубку, оставляют в брюшной полости, окуты-
вая ее сальником.
Свободный конец второй резиновой трубки выводят на кожу.
Его соединяют с резиновым баллоном с помощью Т-образной
канюли для отбора проб. Систему периодически промывают
5 % раствором фенола. Для того чтобы иметь возможность воз-
вращать желчь в двенадцатиперстную кишку после отбора проб,
к системе добавляют еще одну трубку с канюлей, введенной
в дистальный отрезок общего желчного протока (рис. 30,6).
Для канюлирования протока одной из долей печени непо-
средственно во время операции под контролем зрения в его
просвет вводят катетер с двумя муфтами, фиксируют в нем и
перевязывают проток у места впадения в общий желчный про-
ток. По Ю. М. Лопухину канюляцию протока осуществляют че-
рез отверстие в его стенке. По нашим данным, лучше проводить
тонкий катетер (меньший по диаметру, чем общий желчный
проток) через просвет двенадцатиперстной кишки, общий желч-
77
ный проток в соответствующий печеночный проток, фиксируя
его там лигатурой. Двенадцатиперстную кишку подшивают за-
тем к боковой стенке живота и выводят катетер через кишку
наружу.
Независимо от использованной методики собаки нуждаются
в постоянном тщательном уходе, в их рацион обязательно должно
входить 50 мл желчи. В противном случае они погибают в са-
мом начале эксперимента от неизбежного присоединения инфек-
ции или в ходе дальнейшего наблюдения от тяжелых рас-
стройств пищеварения, влияющих на достоверность полученных
результатов.
Создание фистулы кишечника. Эту операцию можно выпол-
нять на любом отрезке тонкой или толстой кишки. Существен-
ных технических деталей, отличающих ее от методов создания
фистулы других органов, нет, и потому мы рекомендуем накла-
дывать ее так же, как фистулу желудка. Необходимо только,
во-первых, тщательно проверить, не попала ли между фистуль-
ной трубкой и стенкой кишки слизистая оболочка (иначе здесь
образуется свищ), и, во-вторых, добиться плотного соприкосно-
вения и сращения кишки в области фистулы со стенкой живота.
В физиологических, да и чисто хирургических исследова-
ниях нередко пользуются методом изоляции кишечной петли
по Тири—Веллу (рис. 31). После вскрытия брюшной полости
намечают участок кишки, подлежащий изоляции, с таким расче-
том, чтобы максимально сохранить его кровообращение. Нало-
жив с обеих сторон по 2 кишечных жома, пересекают между
ними кишку. Обрабатывают место среза антисептиком и меняют
режущие инструменты. Соответственно величине резецирован-
ного участка кишки вырезают лоскут брыжейки, стараясь пол-
ностью сохранить сосуды, питающие изолируемый участок. От-
водят его в сторону, восстанавливают непрерывность кишечника
анастомозом конец в конец или бок в бок и ушивают отверстие
в брыжейке. Следя за тем, чтобы избежать перекрута питающей
ножки, оральный и каудальный концы изолированного отрезка
кишки вшивают в кожную рану, предварительно 3—4 узловыми
швами сузив их просвет примерно вдвое для профилактики вы-
падения слизистой оболочки или самой кишки.
Чтобы предотвратить постоянное истечение из изолирован-
ной петли кишечного сока, можно в ее отверстия вшить тол-
стые фистульные трубки, закрывая их пробками в промежутках
между отбором проб.
Учитывая, что перерезка ветвей блуждающих нервов, экстир-
пация чревного сплетения, пересечение нервных стволиков, про-
ходящих в брыжейке, не может полностью изолировать петлю
кишки от влияния ЦНС, ибо сохраняются нервные пути, иду-
щие в адвентиции и стенке кровеносных и лимфатических со-
судов, В. Н. Шамов (1926) разработал следующую методику
ее полной изоляции (рис. 32).
Срединным лапаротомным разрезом вскрывают брюшную
78
Рис. 31. Создание изолированной кишечной петли по Тири — Веллу,
Рис. 32. Создание изолированной кишечной петли по В. Н. Шамову.
Объяснения в тексте.
полость, изолируют по Тири—Веллу кишечную петлю и восста-
навливают непрерывность кишечника. Изолированный фрагмент
кишки десерозируют, перемещают, сохраняя брыжейку, в под-
кожную клетчатку живота и оба конца кишки выводят на кожу
в виде свищей. Вокруг кишки образуют кожную трубку по типу
филатовского стебля («чемоданная ручка») и до кровеносных
сосудов, питающих этот отрезок кишки, ушивают переднюю
брюшную стенку. Через месяц перевязывают и пересекают 1 из
2 артерий брыжейки, снабжающих эту кишку, а еще через
2 нед — вторую артерию и брыжейку, полностью переводя
кишку на питание от сосудов, вросших в ее стенку из филатов-
ского стебля.
Несмотря на то что этот отрезок кишки полностью лишен
связей с ЦНС, его физиологические функции и в эксперименте,
и в клинике полностью сохраняются не менее 9—10 мес, причем
интрамуральные нервные сплетения не только не подвергаются
дегенерации, но даже несколько гипертрофируются. Последнее
обстоятельство, с нашей точки зрения, представляет несомнен-
ный интерес, так как он подтверждается полученными в нашей
лаборатории данными Л. В. Дегтяревой (1980), обнаружившей
сохранность интрамурального нервного аппарата в аллотранс-
плантатах поджелудочной железы спустя 12—14 сут после опе-
рации.
79
Создание кожного филатовского стебля. После обработки
операционного поля проводят два параллельных разреза кожи.
После сокращения кожи по краю ее рассекают подкожную клет-
чатку и поверхностную фасцию, выкраивая ленту нужной длины
и ширины. Кожу с подкожной клетчаткой отсепаровывают от
подлежащих тканей и края полученной ленты сшивают друг
с другом узловым шелковым швом.
Длина и ширина кожного лоскута, используемого для обра-
зования стебля, должны относиться друг к другу как 3 : 1, иначе
не будет обеспечено его адекватное кровоснабжение.
Остающийся под стеблем дефект кожных покровов закры-
вают прилегающей кожей, стягивая ее отдельными узловыми
шелковыми швами под образованным стеблем. Пережимая сте-
бель у одного из оснований несколько раз в течение 5—7 дней,
«тренируют» этот стебель, а затем его с той же стороны отсе-
кают для перемещения в нужное место для пластического заме-
щения дефектов.
Хирургические методы создания беззвучного лая у собак.
В ряде случаев, когда виварий расположен вблизи от жилых
зданий, и лай собак беспокоит людей, возникает необходимость
«обезголосить» животных, т. е. вызвать у них афонию. Пред-
ложено довольно много методов создания беззвучного лая. Это
и прижигание голосовых связок, воздействие на них сверхниз-
ких температур, пересечение связок и т. д. Одну из наиболее
удачных методик разработали В. А. Константинов и В. А. Шус-
тин (1963) (рис. 33). У наркотизированного животного строго по
средней линии шеи разрезом длиной до 10 см рассекают кожу,
подкожную клетчатку и поверхностную фасцию каудально от
нижнего края щитовидного хряща, раздвигают края раны. В ее
глубине под тонким фасциальным влагалищем становятся видны
обе грудиноподъязычные мышцы. Их раздвигают тупыми крюч-
ками, после чего обнажается трахея. Латерально оттягивают
левую грудиноподъязычную мышцу и в клетчатку между ней
и трахеей вводят 10 мл 0,5 % раствора новокаина. Ствол воз-
вратной ветви левого блуждающего нерва проходит в узкой
щели между трахеей и пищеводом, прилегая к заднебоковой
(при положении собаки на спине) поверхности трахеи. Он
хорошо виден в клетчатке на уровне шестого—десятого кольца
трахеи. Нерв захватывают крючком, вводят раствор новокаина,
выводят нерв в рану и резецируют на протяжении не менее
1 см. Аналогичную процедуру выполняют справа. Проводят
гемостаз, туалет и рану послойно зашивают наглухо. Единствен-
ная и наиболее серьезная ошибка, часто встречающаяся при
выполнении этой операции — повреждение блуждающего нерва,
в результате чего возникают удушье, тяжелая одышка, рвота,
пневмония, и собаки погибают [Супер Н. А. и др., 1967]. По на-
шим данным, при правильном выполнении всех этапов операции
эти осложнения не наблюдаются, но все же такие собаки при-
годны лишь для острых опытов.
80
Рис. 33. Создание беззвучного лая у со-
бак по В. А. Константинову и В. А. Шус-
тину (1963).
Объяснения в тексте.
Учитывая недостатки данной методики, В. П. Аратский и
Г. П. Гунин (1971) 15 предложили способ оперативного иссечения
голосовых связок у собак через срединный доступ на шее. По
средней линии на уровне щитовидного хряща рассекают кожу,
подкожную клетчатку и фасцию, тупым путем раздвигают мыш-
цы и обнажают щитовидный хрящ. Хрящ рассекают, края раз-
водят острыми крючками, после чего становятся видимыми голо-
совые связки, которые захватывают пинцетом вместе с мышцей
и осторожно полностью иссекают ножницами. Рану послойно
зашивают наглухо.
Практика лабораторной работы показывает, что когда соба-
ки находятся в хороших условиях, накормлены, клетки не пере-
населены и нет постоянных раздражающих факторов, они спо-
койны и надобности в обезголашивании не возникает.
Методы и техника выполнения операций на различных орга-
нах и системах у собак не отличаются от приемов выполнения
этих операций у человека. Поэтому описания их в данном руко-
водстве мы не приводим, отсылая читателя к учебникам по опе-
ративной хирургии «Краткий курс оперативной хирургии с топо-
графической анатомией»/Под ред. В. Н. Шевкуненко и
15 Аратский В. П., Гунин Г. П. Способ создания беззвучного лая
у подопытных собак. Экспер. хир., 1971, № 6, стр. 32—34.
6 Заказ № 418
81
A. H. Максименкова.— Л.: Медгиз, 1951; «Оперативная хирур-
гия с топографической анатомией детского возраста»/Цод ред.
Ю. Ф. Исакова и Ю. М. Лопухина. — М.: Медицина, 1977;
«Оперативная хирургия и топографическая анатомия»/Под ред.
В. В. Кованова. — М.: Медицина, 1978 и 1985; Матюшин И. Ф.
«Практическое руководство по оперативной хирургии. — Горь-
кий: Волго-Вятское книжное изд-во, 1980; Матюшин И. Ф.
«Руководство по оперативной хирургии». — Горький; Волго-Вят-
ское книжное издательство, 1982.
Эти операции у собак чаще всего выполняют с учебной или
демонстрационной целью, реже для изучения их влияния на
основные функции организма в норме или патологии. Элементы
этих операций, естественно, лежат в основе хирургической тех-
ники моделирования патологических состояний у животных,
описанию которых посвящена вторая часть настоящего руко-
водства.
Глава 5
ОСНОВНЫЕ МЕТОДЫ ИССЛЕДОВАНИЯ
В ЭКСПЕРИМЕНТАЛЬНОЙ ХИРУРГИИ
Среди задач, решать которые призвана экспериментальная
хирургия, есть две, собственно и послужившие непосредствен-
ным толчком, приведшим к ее зарождению и формированию как
науки: 1) разработка и обоснование полезности для практики
новых видов оперативного пособия в условиях нормы и патоло-
гии; 2) моделирование различных заболеваний и послеопера-
ционных осложнений с целью познания их патогенеза, выработки
действенных мер профилактики и лечения.
Чтобы дать всестороннюю объективную оценку созданной
модели, раскрыть основные закономерности динамики ее разви-
тия, особенно на ранних, доклинических этапах, изучить по-
следствия предложенной операции, используют практически весь
арсенал созданных в прошлом и самых современных методов
исследования: от анатомической препаровки, патологоанатоми-
ческого вскрытия животного до растровой электронной микро-
скопии, от подсчета числа форменных элементов крови до хро-
матографии и радиоиммунологического анализа.
Естественно, выбор метода диктуется конкретными усло-
виями, задачами эксперимента и не в последнюю очередь воз-
можностями лаборатории. Но всегда, определяя объем исследо-
ваний, нужно исходить из того, что, во-первых, объект должен
быть изучен с разных сторон с помощью комплекса методов;
во-вторых, так называемые рутинные методы зачастую могут
дать при правильном выборе отнюдь не меньше информации,
чем ультрасовременные; в-третьих, комплекс этих методов дол-
62
жен быть адекватным цели и задачам эксперимента. Только пр»
соблюдении как минимум этих трех условий результаты экспе-
римента получат объективную оценку и будут с полным основа-
нием считаться достоверными.
Методы исследования, применяющиеся в экспериментальной
хирургии, делятся: 1) морфологические (патологоанатомическое
вскрытие, препаровка, инъекция, импрегнация, гистологические^,
гистохимические, гистоэнзимологические, электронно-микроско-
пические во всех модификациях, авторадиографические, рент-
генографические исследования и др.); 2) биохимические (коагу-
лограмма, протеинограмма, определение состава жидких сред
организма, активности ферментов, содержания нуклеиновых
кислот и пр.); 3) иммунологические (система Т- и В-лимфоци-
тов, формула крови и костного мозга, гуморальные неспецифи-
ческие факторы иммунитета, радиоиммунологический метод);
цитологическое исследование органов иммунитета (определение
содержания иммуноглобулинов и т. д.).
Следует подчеркнуть, что все эти методы исследования при-
меняются в опытах на собаках практически без каких-либо
специальных изменений, в том виде, как они описаны в соот-
ветствующих руководствах. Поэтому ниже приводятся лишь не-
которые из них, в основном предназначенные для макроскопи-
ческого исследования, так как они последний раз публиковались
более 25 лет назад. Даны основанные на личном опыте прак-
тические рекомендации по их применению. Эти методы, по на-
шему мнению, являются базовыми, их освоение открывает перед
экспериментатором возможность самому разрабатывать новые
модификации применительно к интересующим его проблемам.
Морфологические методы. Первым и обязательным во всех
случаях является метод патологоанатомического вскрытия,
вышедшего из опыта и подвергнутого эвтаназии или павшего
в ходе эксперимента подопытного животного. Только, когда
планируется проведение инъекции, импрегнации, рентгеногра-
фии, детальное патологоанатомическое исследование проводят
на заключительном этапе.
Для вскрытия животных выделяют отдельные инструменты и
приспособления (лучше всего приобрести специальный секцион-
ный набор), а саму процедуру вскрытия, как указывалось вышег
проводят в специальном помещении.
Подлежащее вскрытию павшее или забитое животное укреп-
ляют на секционном столе в положении на спине, максимально
растянув его конечности. Разрезом по средней линии от мече-
видного хряща до лонного сочленения вскрывают брюшную
полость. Разрез дистальнее пупочного рубца нужно вести, оття-
нув переднюю брюшную стенку кверху или введя под нее в
брюшную полость брюшное зеркало — иначе будет поврежден
мочевой пузырь, обычно растянутый и заполненный мочой. Для
обеспечения более широкого доступа к органам брюшной поло-
сти срединную лапаротомию дополняют поперечным разрезом,
6*
83
идущим на уровне пупочного рубца перпендикулярно средин-
ному. Образовавшиеся лоскуты захватывают зажимами Кохера,
максимально отводят и фиксируют к коже. Крупные кожные и
мышечные сосуды лигируют.
Далее разрезом, идущим параллельно грудной кости и от-
ступив от нее на 3 см вправо, от диафрагмы в краниальном
направлении вскрывают грудную полость, пересекая хрящевые
концы ребер, мышцы, продлевая разрез по средней линии на
шею и нижнюю челюсть. Диафрагму не пересекают, стараясь
сохранить ее в целости. При вскрытии грудной полости, как
правило, повреждают внутреннюю грудную артерию. Найти и
перевязать ее обычно не удается и в грудную полость изли-
вается большое количество крови. Поэтому исследование внут-
ренних органов нужно начинать с легких и сердца, быстро из-
влекая их наружу, а сохраненная диафрагма препятствует изли-
тию крови в брюшную полость.
После исследования грудных органов изучают состояние
органов, подвергавшихся экспериментальному воздействию, за-
тем органы пищеварения, мочевыделения, шеи и головной мозг.
Учитывая, что кости свода черепа у собак достаточно плотные,
рекомендуем пользоваться для их распила дисковой фрезой,
насаженной на электродрель.
По ходу патологоанатомического изучения внутренних орга-
нов из них иссекают фрагменты для последующего микроскопи-
ческого исследования.
Опыт показывает, что посмертные изменения в тканях собак
развиваются очень быстро. Если с момента смерти прошло бо-
лее 45—60 мин, ткани уже не пригодны для электронно-микро-
скопического и авторадиографического изучения, позже чем
через 3 ч они не пригодны для гистоэнзиматического исследова-
ния, позже чем через 6 ч — для гистохимических реакций. Если
с момента смерти прошло более 12 ч, ткани полностью не при-
годны для окраски обычными гистологическими методами, а так-
же для инъекции и импрегнации. По нашим данным, оптималь-
ный срок взятия материала не превышает 2 ч, а для электронной
микроскопии и авторадиографии ткани должны быть взяты
сразу же после забоя животного. Для проведения гистоэнзи-
матических исследований ткани желательно брать непосредст-
венно после забоя животного, помещая их в тающий лед.
Обязательное патологоанатомическое исследование живот-
ных ценно не только тем, что позволяет наиболее полно изучить
изменения, происшедшие в организме после соответствующего
воздействия, выявить истинную причину смерти, обнаружить
пороки и аномалии развития тех или иных органов, более полно
взять материал для микроскопического изучения. На его основе
постепенно создается макроархив лаборатории, который может
быть впоследствии использован для проведения дополнительных
исследований, при планировании новых работ, учебных и демон
страционных целей.
84
Предназначенные для длительного хранения фрагменты тка-
ней и органов, размерами не более 1 X 1 см, хранят в фиксирую-
щей жидкости (лучше всего 10—12% раствор нейтрального фор-
малина) при соотношении объемов ткани и жидкости не менее
чем 1 : 10, в стеклянных, герметически закупоренных сосудах,
емкостью до 50 мл, снабженных соответствующей этикеткой.
Емкости помещают в темное прохладное место и осматривают
не реже раза в год. Там же в специальном шкафу хранят мате-
риал, залитый в парафиновые или целоидиновые блоки, снаб-
женные соответствующими этикетками.
Подобный архив представляет большую ценность еще и по-
тому, что препараты на стеклах быстро выцветают, особенно
после проведения гистохимических и гистоэнзиматических реак-
ций, и сохранять их более 2 лет нецелесообразно. В то же
время фрагменты тканей, залитые в парафиновые или целоиди-
новые блоки, вполне пригодны для изготовления гистологиче-
ских препаратов на протяжении не менее 5—10 лет.
Наряду с иссечением кусочков тканей для микроскопиче-
ского анализа существенную помощь в изучении и объективной
оценке результатов эксперимента оказывает изготовление макро-
препаратов органов или систем, подвергшихся воздействию в
процессе операции или моделирования. Мы рекомендуем также
иметь в лаборатории анатомические препараты органов, взятых
от животных того вида, который преимущественно используют
в эксперименте. Постепенно накапливаясь, такой макроархив,
отражая деятельность лаборатории, служит для учебных и
демонстрационных целей, может использоваться при планирова-
нии научных исследований и, наконец, является дополнитель-
ным источником материала для микроскопического анализа.
.Органы, предназначенные для создания макроархива (или
музея), берут во время патологоанатомического вскрытия и
подвергают консервированию. Наиболее полная сводка приме-
няющихся с этой целью методов представлена в монографиях
М. Г. Привеса (1956) и Т. Б. Богуславской (1959). Каждый из
описанных методов имеет достоинства и недостатки и при на-
личии определенного опыта может дать хорошие результаты, но
универсального способа еще не создано. Практика показывает,
что некоторые из этих методов обладают свойствами, делающи-
ми их базовыми, т. е. наиболее приемлемыми для повседневной
работы.
Наиболее простой метод — это консервация в слабых рас-
творах формалина. Извлеченный орган освобождают от обрыв-
ков ткани, сгустков крови на поверхности, придают ему нужный
вид и форму, укрепляют на какой-либо основе, заполняют сосу-
дистое русло 3—5 % раствором формалина и погружают в этот
же раствор при соотношении объема органа и жидкости 1:10.
Через 5—7 дней его извлекают из раствора, промывают водо-
проводной водой, путем препаровки придают окончательный вид,
монтируют на стекле, снабжают этикеткой и погружают в сосуд
85
с 3—5 % раствором формалина, добавив к нему 1—2 кристал-
лика тимола.
Недостаток способа состоит в том, что ткани быстро при-
обретают тотальную темно-бурую окраску, скрывающую отдель-
ные детали, а продолжительность хранения препарата ограни-
чена из-за развития плесени. Отрицательную роль играет и рез-
кий неприятный запах формалина. Кроме того, со временем'
ухудшаются и тинкториальные свойства тканей, что не позво-
ляет повторно использовать их для изготовления гистологиче-
ских препаратов. Но для кратковременной консервации (до»
6—12 мес) или фиксации трупов животных с целью последую-
щей препаровки метод вполне пригоден.
Более удобна в практическом отношении консервирующая
жидкость, предложенная Н. К. Лысенковым и содержащая: гли-
церина 1000 мл, воды 500 мл, цитрата калия 500 г, формалина
40 мл. Свежеприготовленные препараты после предварительного1
удаления из их сосудистой системы крови и заполнения ее-
консервирующей жидкостью на 1 мес помещают в этот раствор,,
а затем монтируют его на подставке или в стеклянной банке.
Консервированный в жидкости Лисенкова препарат может со-
храняться как в этой жидкости, так и без нее в герметически
закрытом сосуде на протяжении многих лет, частично сохраняя
естественную окраску.
С нашей точки зрения, наилучшие результаты дает все же
метод Н. Ф. Мельникова-Разведенкова, предложенный им еще
в 1896 г.
Он несколько более сложен, чем предыдущие, состоит из
трех этапов, но его несомненные преимущества окупают этот
недостаток. Метод заключается в следующем.
Готовят консервирующий раствор № 1 (формалин — 100 мл, цитрат нат-
рия— 30 г, хлорид калия — 5 г, вода до 1000 мл) и раствор № 2 (глицерин —
600 мл, цитрат калия — 300 г, вода дистиллированная до 1000 мл). Выделен-
ный из трупа орган препарируют, придавая ему нужный внешний вид и на
5—6 дней помещают в раствор № 1. Если объем органа достаточно большой,
раствором предварительно заполняют его сосудистую систему. По истечении
5—6 дней извлекают орган из раствора № 1, тщательно осушают фильтроваль-
ной бумагой и на 3—4 дня помещают сначала в 60°, а затем в 80—96° этиловый
спирт, где ткани постепенно приобретают естественную окраску. Вынимают
препарат из спирта, удаляют его избыток фильтровальной бумагой и на 3—4
нед погружают в раствор № 2. Через месяц препарат монтируют на стекле,
удаляют ненужные ткани, устанавливают в стеклянном сосуде, заливают све-
жей порцией раствора № 2 при соотношении объемов препарата и жидкости
не менее чем 1:4 и добавляют 1—2 кристаллика тимола. Сосуд с препаратом
этикетируют и герметизируют эпоксидной смолой.
В таком виде органы сохраняются свыше 10 лет, причем при
необходимости они могут быть использованы для изготовления
гистологических препаратов и окраски практически любыми
методами, за исключением, естественно, гистоэызиматических и
электронной микроскопии.
86
В ряде случаев, например при разработке методов лечения
м изучения патогенеза остеомиелита и других воспалительно-
дистрофических поражений опорно-двигательного аппарата, воз-
никает необходимость создания макроархива костей и суставов.
Для изготовления таких препаратов кости следует иссекать из
нефиксированного трупа. Мягкие ткани удаляют скальпелем
(но не соскабливая их с кости). В таком виде их погружают на
3—4 нед в сосуд с водой, где все время поддерживают темпе-
ратуру около +40 °C.
В течение этого времени мягкие ткани полностью отделя-
ются от костей. Кости промывают в течение 2—3 ч в подогретом
5—10 % растворе гидрокарбоната натрия, высушивают, обезжи-
ривают в бензине, вновь просушивают, отбеливают в 1—2 %
растворе перекиси водорода, промывают водой, тщательно про-
сушивают, покрывают бесцветным лаком и этикетируют. Для
проведения спектрографических исследований кости выделяют
из трупа, тщательно освобождают от мягких тканей и высуши-
вают в суховоздушном шкафу при +120 °C до постоянной
массы. Хранят такие образцы завернутыми в бумагу при комнат-
ной температуре до проведения анализа.
Если нужно сохранить связочный аппарат суставов, кости
обрабатывают антиформином по И. Д. Андрееву (1955): в воде,
нагретой до +50 °C, растворяют 40 % каустическую соду и
хлорную известь в количестве до 2 % объема воды; очищают
кости от мягких тканей: мацерируют их в антиформине от
нескольких часов до суток; по 24 ч последовательно промывают,
сушат, обезжиривают в бензине, промывают щелочной водой,
отбеливают перекисью водорода, промывают и окончательно
высушивают.
Большой объем достоверной и объективной информации дает
изучение состояния интра- и экстраорганной сосудистой системы,
особенно ее микроциркуляторного звена, в процессе развития
патологического процесса или в послеоперационном периоде.
Наиболее часто с этой целью применяют инъекционный и без-
«нъекционный методы, гистохимическое выявление сосудов,
рентгенографию и электронную микроскопию.
Инъекционный метод, включаюший изготовление коррозион-
ных препаратов, известен еще с XVI века, когда итальянский
профессор Беренгариус Капензис, изучая сосуды почки, напол-
нял их водой. За истекшее время накоплен громадный факти-
ческий материал, предложено множество разнообразных инъек-
ционных масс, отработаны основные приемы проведения инъек-
ции, но можно с уверенностью сказать, что этот метод себя еще
не исчерпал и в ряде случаев позволяет получить принципиально
новые сведения, которые не могут быть добыты другими спо-
собами.
Вместе с тем для практической работы совсем не обязатель-
но стремиться к использованию возможно большего числа пред-
ложенных инъекционных масс. Большинство из них дают сход-
87
ные результаты, и качество препаратов главным образом зави-
сит от опыта экспериментатора. Поэтому следует хорошо освоить
методику применения 2—3 масс и затем уже постоянно исполь-
зовать именно их в повседневной практике. Однородность полу-
ченного в результате материала повысит и достоверность на-
блюдений, ибо итоги эксперимента будут полностью сопоста-
вимы.
Инъекция сосудов лучше всего удается на трупах только
что забитых животных. После введения животных в наркоз
перед забоем желательно их несколько обескровить, а после
эвтаназии сосуды исследуемого органа нужно отмыть от крови
каким-либо солевым раствором до появления неокрашенной
жидкости из магистральной вены. Правда, некоторые авторы
считают, что предварительная отмывка сосудистого русла мо-
жет ухудшить качество инъекции.
Отмывание сосудистого русла и последующую инъекцию
лучше всего проводить шприцем типа «Рекорд» с металлическим
поршнем без резиновых или пластмассовых уплотнителей. Опыт
показывает, что применение различных аппаратов (с измерите-
лями давления или без них) только создает дополнительные
трудности, повышает вероятность образования экстравазатов,
но отнюдь не улучшает качество инъекции. По возможности сле-
дует поддерживать температуру органа, инъекционной массы и
инструментария в пределах +38°—h40°C.
Введение массы в артерии осуществляют по току крови»
канюлируя магистральный сосуд исследуемого органа. Вены
внутренних органов, не имеющие клапанов, заполняют либо про-
тивотоком, канюлируя наиболее крупный сосуд, либо выдавли-
вая массу через артериальное русло. Последний способ допу-
стим лишь для красителей, полностью растворяющихся в жидко-
сти, иначе возникновение экстравазатов и порча препарата
неизбежны.
Вены конечностей, снабженные клапанами, заполняют, вводя
массу в губчатое вещество пяточной, большеберцовой или бед-
ренной кости. Для этого пригодны только массы, не содержа-
щие взвешенных частиц и латекс.
Практика работы с инъекционными массами показывает, что
лучшие результаты и наиболее тонкую наливку дает инъекция
черной тушью по способу Б. В. Огнева (1928) в модификации
Н. А. Джавахишвили и М. Э. Комахидзе (1967) и массой Герота
по способу А. Т. Акиловой (1944) или в модификации X. X. Ка-
милова (1970).
Способ Б. В. Огнева: 1 г черной туши в палочках растирают
в 150 мл горячей воды, фильтруют и через стеклянную канюлю
с резиновой трубкой на конце вводят в артерию. Инъекцию
прекращают при появлении туши в венах. Затем в шприц наби-
рают 75 мл горячего 2 °/о раствора той же туши и проводят
дополнительную наливку, контрастируя при этом сосуды сред-
него калибра и выталкивая более слабый раствор туши в капил-
88
ляры и венулы. Крупные артерии заполняют 3 % раствором
туши. Инъецированный орган в течение 7 дней фиксируют в фор-
малине, рассекают на фрагменты, обезвоживают в спиртах вос-
ходящей концентрации и заключают в бальзам.
По методу Н. А. Джавахишвили и М. Э. Комахидзе сначала
100 г пищевого или 120 г технического желатина растворяют
в 1 л воды (добавляя в технический желатин яичный белок
для просветления), фильтруют его в горячем виде через 8—10
слоев марли и смешивают в равных количествах с 10 % раство-
ром цитрата натрия и обычной морозоустойчивой тушью
(1:1:1). Изолированные органы инъецируют через артерию до
появления равномерной черной окраски на поверхности, фикси-
руют не менее 7 дней в 10 % растворе нейтрального формалина,
рассекают на отдельные фрагменты толщиной до 80 мкм, обез-
воживают в спиртах восходящей крепости, просветляют в кси-
лоле или метиловом эфире салициловой кислоты и заключают
в бальзам. Выявляются все компоненты сосудистой системы,
включая капилляры.
Метод А. Т. Акиловой (1944, 1959) позволяет получить весь-
ма демонстративные препараты, на которых четко видны все
звенья внутриорганной артериовенозной системы. Масса
А. Т. Акиловой, представляющая собой видоизмененную массу
Герота, в отличие от нее может храниться в течение 2 лет, что
существенно упрощает работу. Для приготовления массы 30—
60 г масляной краски (прусская, или парижская синяя) тща-
тельно, при постоянном взбалтывании, растирают в 100 мл хло-
роформа и 1—2 дня дают ей созреть в банке с притертой
пробкой.
Набирают в шприц окрашенную в голубой цвет надосадоч-
ную жидкость и вводят ее в магистральную артерию исследуе-
мого органа. Накрывают его влажной марлей, 3—5 дней выдер-
живают на воздухе для испарения хлороформа, до 3 дней фикси-
руют в 5—10% растворе формалина, промывают в проточной
воде, на замораживающем микротоме рассекают на пластины
толщиной до 50 мкм, 1—2 дня отбеливают в 2 % растворе пере-
киси водорода, просветляют в 90 % растворе глицерина и заклю-
чают в глицерин.
Модификацию массы Герота с учетом дополнений А. Т. Аки-
ловой предложил X. X. Камилов (1970) : 100 г парижской синей
или берлинской лазури растворяют в 1 л хлороформа, дважды
фильтруют и дают отстояться в течение суток (раствор № 1);
непосредственно перед употреблением в таком же количестве
хлороформа растворяют по 500 г той же краски (раствор № 2);
через брюшную аорту инъецируют сначала раствор № 1 до по-
явления красителя в венах, после чего добавляют раствор № 2.
Последний, как более вязкий, оседает в артериях и придает им
темно-синий цвет, тогда как вены остаются голубыми.
Приведенные здесь методики не отвергают использование
других инъекционных масс.
89
Рецептур, дающих отнюдь не худшие результаты, очень
много. В принципе для внутрисосудистой инъекции смогут быть
использованы любые масляные и другие красители, за исключе-
нием акварельных красок и цветных тушей, в том числе и для
проведения так называемой бихромной наливки, когда в арте-
рии вводят массу одного цвета, а в вены — другого. Можно
подобрать состав инъекционных масс таким образом, что онш
в процессе бихромной наливки при контакте друг с другом дадут
третий цвет, что позволит выявить артериовенозные анастомозы
и более четко представить капиллярный отрезок сосудистой
системы. Но на основании собственного опыта мы считаем, что<
инъекция сосудов по Б. В. Огневу и А. Т. Акиловой служит
основой, овладение которой открывает перед исследователем?
возможность использования других рецептур и вести в этой об-
ласти самостоятельный поиск.
Независимо от способа инъекции и состава примененной
массы инъецированные препараты после фиксации в 10—12 %
растворе нейтрального формалина должны быть подготовлены
к дальнейшей работе. С этой целью их рассекают на фрагмен-
ты в виде плоскопараллельных пластин толщиной до 50—80 мим,
промывают водой, 1—2 дня отбеливают в 2 % растворе пере-
киси водорода, обезвоживают в спиртах восходящей крепости
(от 30° до 100°), причем в данном случае абсолютный спирт
лучше получить смешивая 96° спирт с фенолом, просветляют
в глицерине или (чаще и лучше) в метиловом эфире салицило-
вой кислоты и заключают в бальзам. Если препарат просвет-
ляли в глицерине, его заключают также в глицерин.
К. А. Юдин (1968) рекомендует после обезвоживания в спир-
тах выдержать препарат до 2 сут в двух сменяемых порциях
диоксана (диэфира гликоля) и после этого переносить их в ме-
тиловый эфир салициловой кислоты. Просветление наступает
через 2—3 ч, препараты отличаются более высоким качеством.
Заключенные в бальзам или глицерин препараты изучают и
фотографируют под лупой МБС-1.
Коррозионные препараты в экспериментальной хирургии
используют редко. В основном на таких препаратах изучают
нормальную анатомию сосудистого русла различных органов,
хотя в отдельных случаях могут быть получены весьма интерес-
ные картины, демонстрирующие изменения архитектоники
интраорганной сосудистой сети при экспериментальной патоло-
гии сосудов. Инъекция застывающими массами, особенно латек-
сом, значительно облегчает препаровку, так как заполненные
сосуды служат хорошим ориентиром.
Наиболее проста в техническом отношении наливка сосудов
латексом. Основным условием успешной инъекции является их
тщательное отмывание от крови, иначе латекс полимеризуется
в сосудах в виде четок и препарат становится полностью не-
пригодным. Непосредственно перед инъекцией латекса в сосуды
вводят 0,5 % раствор нашатырного спирта, а шприцы, канюли,
90
соединительные трубки промывают каким-либо щелочным рас-
твором. Точно так же добавляют щелочи в красители, придаю-
щие латексу нужный цвет.
В. Б. Борисевич (1969) предлагает весьма простой способ
окраски латекса: 15 мл черной морозостойкой туши разбавляют
пятикратным количеством нашатырного спирта, в течение 2 мин
тщательно перемешивают смесь стеклянной палочкой, при по-
стоянном помешивании в эту смесь добавляют 150—200 мл
латекса. Масса считается готовой после приобретения ею гомо-
генной черной окраски.
Латекс вводят в сосуды шприцем, контролируя полноту
инъекции по появлению массы в поверхностных сосудах органа.
Если в процессе инъекции латекс начинает вытекать из сосуда,
к этому месту на несколько минут прижимают марлевый шарик,
смоченный слабым раствором кислоты. После окончания инъек-
ции препарат погружают в 5—10 % раствор формалина на не-
сколько дней, а затем приступают к препаровке. Если предпо-
лагается изготовить коррозионный препарат, орган 3—4 дня
выдерживают во влажной среде, чтобы латекс полностью поли-
меризовался, проводят через растворы хлористоводородной или
азотной кислот возрастающей концентрации от 30 % ДО 75 %
в течение 7—10 дней, промывают проточной водой, удаляя
остатки мягких тканей, и монтируют на подставке. Поскольку
коррозионные препараты из латекса весьма эластичны, их лучше
всего монтировать и хранить в какой-либо жидкости. Этот не-
достаток латекса ограничивает его применение областью ана-
томических исследований методом препаровки, хотя латекс про-
текает во все отделы сосудистой системы и дает очень тонкую
инъекцию. Поэтому большое распространение получили массы,
приготовляемые из отвердевающих пластмасс (например,
АКР-7), целоидина, нитроклея и проч. К ним добавляют различ-
ные красители или рентгеноконтрастные вещества, чтобы можно
было провести рентгенографию.
Наряду с приготовлением коррозионных препаратов сосуди-
стой системы латекс и другие мягкие пластмассы можно при-
менить, как это рекомендует R. Wissler и соавт. (1975), для
изучения внутреннего рельефа и объема полостей, в частности
сердца. Для этого после тщательного промывания полости желу-
дочков 10 % раствором формалина через аорту и легочную
артерию (при давлении в аорте 100—120, а в легочной артерии
20 мм рт. ст.) сердце в подвешенном состоянии 24 ч фиксируют
в том же растворе формалина. Затем полости желудочков за-
полняют соответствующей массой, дают ей полимеризоваться и
рассекают параллельно идущими разрезами на пластины тол-
щиной до 1 см. Их наружная поверхность моделирует внутрен-
ний рельеф желудочков, а при погружении их в заполненный
водой градуированный цилиндр определяют точный объем желу-
дочков.
Н. А. Чигогидзе и соавт. (1981) несколько видоизменили
91
этот метод и дополнили его приемом, позволяющим измерять,
кроме объема полостей сердца, объем трабекулярных, сосочко-
вых мышц и хорд. Для этого сердце, изъятое из трупа тотчас
после смерти, на 24—30 ч помещают в изотонический раствор
хлорида натрия при +18 °C, а затем одновременно правый и
левый желудочки заполняют застывающим веществом при дав-
лении, равном прижизненному конечно-диастолическому давле-
нию в полостях. После застывания массы удаляют мягкие ткани
и определяют объем слепков погружением в воду. Извлекают
их из воды, обтягивают тонким резиновым мешочком и вновь
определяют объем. Разность между этими величинами равна
объему трабекулярных и сосочковых мышц.
Одним из наиболее информативных методов исследования
в экспериментальной хирургии признан рентгенографический,
используемый в анатомии и ангиологии еще со времен
В. П. Тонкова (1896), заполнявшего артериальную систему пре-
паратов гипсом. Большой вклад в разработку основ эксперимен-
тальной рентгенологии внесли отечественные ученые: А. Е. Ру-
башова (1932), изучавшая возможности применения йодистого
натрия, липоидола, брома и стронция; А. С. Золотухин (1934),
разработавший методику рентгеноангиографии и высказавший
идею о применении веществ различной контрастности при одно-
временной инъекции нескольких сосудов или полостей; М. Г. При-
вес (1938), разработавший методику рентгенологического иссле-
дования сосудистой системы костей и предложивший ряд но-
вых рецептур рентгеноконтрастных масс.
Рентгенологическому исследованию подвергают либо живое
животное с целью обеспечения динамического контроля за раз-
витием патологического процесса, либо забитое животное, что
позволяет применить более жесткие лучи и длительную экспо-
зицию, либо отдельные органы после инъекции сосудов и поло-
стей рентгеноконтрастными массами.
У живой собаки рентгенологическое исследование выполняют
после премедикации и внутривенного введения гексенала. В та-
ком случае применяют те же препараты для рентгенологического
исследования, что и в клинике, и пользуются теми же правилами
и приемами. Но для исследования сосудистой системы у заби-
того животного эти препараты не годятся, ибо легко диффун-
дируют в ткани. Поэтому применяют специальные рентгенокон-
трастные массы на основе сульфата бария, свинцового или
железного сурика, свинцовые или цинковые краски.
За почти столетнюю историю экспериментальной рентгено-
логии предложено великое множество разнообразных рецептур.
Однако испытание временем выдержали лишь некоторые; среди
них прежде всего следует назвать массу Гауха, предложенную
автором еще в 1910 г.
Для ее приготовления свинцовый сурик просеивают через
мелкое сито, тщательно растирают в фарфоровой ступке или
специальной шаровой мельнице, смешивают с равным количест-
92
Рис. 34. Артерии желудка, селезенки, малого и большого сальника у собаки.
Ангиограмма. Инъекция массой Гауха.
вом вазелинового масла и скипидара (по классической про-
писи— 120 г сурика, 120 мл вазелинового масла и 120 мл ски-
пидара) и шприцем вводят в сосуды.
Качество получаемых при этом рентгенограмм (рис. 34, 35,36)
очень высокое, но сама масса имеет ряд недостатков: при стоя-
нии она сразу расслаивается и поэтому ее нужно все время
интенсивно взбалтывать, особенно в процессе инъекции; размер
частиц сурика всегда значительно больше диаметра капилляра
и артериолы, следовательно, дальше артерий среднего калибра
масса не поступает; каждый раз перед употреблением ее нужно
готовить заново.
Хорошие результаты дает инъекция сосудов свинцовыми
белилами, разведенными водой 1 : 1, свинцовой оранжевой в сме-
си со скипидаром и вазелиновым маслом по Ю. М. Лопухину
(1949), свинцовой зеленой, растертой в хлороформе по С. В. Лео-
нову, М. В. Биленко и К. П. Федотовой (1970). Эти массы про-
никают в тончайшие интраорганные сосуды, но степень их рент-
геноконтрастное™ невелика.
Н. А. Быкова и соавт. (1955) предложили массу, состоящую
из 750 г карбоната свинца, взвешенного в 1000 мл 3—4% рас-
твора желатины. Для приготовления массы карбонат свинца
93
Рис. 35. Система ветвей легочной артерии собаки.
Ангиограмма. Инъекция массой Гауха.
тщательно растирают, просеивают через несколько слоев марли
и постепенно при постоянном помешивании высыпают в раствор
желатины. Сосуды исследуемого органа отмывают от крови и
на 6—12 ч заполняют 10 % раствором формалина. Затем отмы-
вают формалин изотоническим раствором хлорида натрия при
температуре +37 °C, нагревают до этой температуры орган и
инъекционную массу и вводят ее через магистральные сосуды
до появления краски в оттекающей жидкости. Масса проникает
в артерии мелкого калибра.
Весьма тонкую инъекцию, вплоть до заполнения артериол
и в отдельных случаях прекапилляров, дает разработанная в
нашей лаборатории масса следующего состава: сурик железный
10—30%, глицерин 30—60 %, спирт этиловый — остальное. Для
получения качественных рентгенограмм требуются специальные
условия съемки, ибо железный сурик в несколько раз менее
контрастен, чем свинцовый. Преимущество предложенной массы
шеред массой Гауха в том, что в процессе работы она не рас-
слаивается. Это делает инъекцию более равномерной и позво-
ляет хранить массу в готовом к употреблению состоянии свыше
2 лет, следовательно, ее можно готовить впрок.
*94
Рис. 36. Артерии сердца
собаки.
Ангиограмма. Инъекция мае»
сой Гауха.
Не менее часто, чем соединения свинца, в экспериментальной
рентгенологии применяют сульфат бария. Поскольку размер его-
частиц меньше, чем частиц сурика, инъекция получается более
тонкой: в некоторых случаях удается заполнить артериолы и
даже прекапилляры. Согласно «Методическим рекомендациями
по проведению тотальной микроангиографии в эксперименте»
(г. Обнинск, 1974) для получения однородной массы, не содер-
жащей крупных агрегатов, сульфат бария добавляют в количе-
стве 20—25 % к 5 % раствору желатины или натрийкарбокси-
метилцеллюлозы, имеющему температуру +38 °C, тщательно-
перемешивают механически или с помощью ультразвука и вво-
дят в магистральный сосуд.
По нашим данным, хорошие рентгенограммы получаются при
инъекции в сосуды 50 % водной взвеси сульфата бария, но та-
кие препараты не могут сохраняться и потому исследование
нужно проводить сразу же после инъекции.
Методика выполнения рентгенографического исследования в>
эксперименте несколько отличается от приемов рентгенологиче-
ского обследования в клинике. Прежде всего это связано с тем»
что в клинической рентгенологии для съемки изображения на*
пленку используют специальные кассеты с усиливающим экра-
ном. Однако эти экраны, в силу ряда свойств применяющихся
специальных покрытий и отсутствия по всей площади тесного^
контакта пленки с экраном, снижают резкость изображения,
№
а часть деталей, размеры которых находятся за пределами раз-
решающей способности системы пленка—экран, на снимке не
получаются. Четкость изображения снижается также и потому,
что на экран попадает большая часть рассеянных лучей. По-
этому рентгенографию макропрепаратов во всех случаях следует
проводить без усиливающего экрана [Лопухин Ю. М.., 1949], т. е.
без помощи кассеты, а объект непосредственно укладывать на
рентгеновскую пленку, завернутую в свето- и влагонепроницае-
мую оболочку.
Качество рентгенограмм при этом заметно возрастает, на
пленке выявляются детали, ранее остававшиеся вне пределов
видимости. За счет устранения части рассеянных лучей повы-
шается и контрастность изображения.
В нашей лаборатории при участии В. Г. Медведовского раз-
работаны технические условия рентгенографии различных орга-
нов и частей тела собаки (см. приложение, табл. 11).
Вместе с тем в ряде случаев полученное изображение не
может удовлетворить экспериментатора, так как часть деталей
остается за пределами разрешающей способности метода. Не
помогает и пересъемка рентгенограммы с помощью лупы или
фотоувеличителя: если деталь отсутствует из-за недостаточной
разрешающей способности данной системы, ее при фотоувели-
чении увидеть, естественно, нельзя.
Чтобы повысить разрешающую способность системы рентге-
новский аппарат—объект—пленка, применяют метод непосред-
ственного (первичного) увеличения. Для этого прежде всего не-
обходимо иметь в аппарате так называемую острофокусную
трубку. Если обычные трубки имеют фокус размерами
2,6X2,6 мм; 2x2 мм; 1X1 мм, то острофокусные — 0,ЗХ0,3 мм
и менее.
При наличии в аппарате острофокусной трубки методика
получения первичноувеличенных рентгенограмм следующая:
устанавливают расстояние между фокусом трубки и объектом
75 см, отодвигают пленку от объекта на расстояние 35 см
(соотношение этих величин должно быть 2:1), специальной
решеткой Лисгольма устраняют рассеянные лучи, проводят
съемку объекта при напряжении на трубке 80 кВ, силе тока
20 аМ, экспозиции 0,5—0,3 с. Полученное изображение будет
увеличено по отношению к объекту в 1'/2 раза [Овощников М. С.,
1962]. По нашим данным, изображение достаточно высокого
качества получается при напряжении на трубке 40 кВ, силе
тока 20 мА и экспозиции до 1 с (рис. 37, а, б).
Однако такая методика применяется нечасто. Наибольшее
практическое значение имеет обычная рентгенография макро-
препарата или целого животного. Оптимальные параметры
съемки следующие: напряжение на трубке 30—70 кВ, сила тока
20—30 мА, экспозиция до 0,5—2 с. Конкретные параметры уста-
навливают опытным путем в зависимости от размеров объекта
и состава инъекционной массы.
96
Рис. 37. Артерии почек собаки.
а — обычная ангиограмма; б — тот же препарат, подвергнутый рентгенографии с первич*
ным увеличением. Инъекция массой Гауха.
Учитывая, что рентгеновская пленка предназначена главным
образом для клинических исследований, в нашей лаборатории
Г. С, Остроградским (1979) разработан способ получения рент-
геновского изображения неживых объектов непосредственно на
фотобумаге (рис. 38, 39). С этой целью контрастную фото-
бумагу заворачивают в свето- и влагонепроницаемую упаковку,
эмульсионным слоем вниз укладывают на предметный стол рент-
геновского аппарата, на ней размещают подлежащий исследо-
ванию объект и проводят рентгенографию при следующих тех-
нических условиях: расстояние от трубки до объекта 40—50 см,
напряжение на трубке 40—50 кВ, сила тока 15 мА, экспозиция
3—6 мин.
7 Заказ № 418
97
Рис. 38. Изображение костей скелета собаки при рентгенографии на фото-
бумаге.
В отличие от рентгеновской пленки обработку фотобумаги
проводят при неактиничном освещении, что позволяет остано-
вить процесс проявления на любой стадии. Стоимость расхо-
дуемых фотоматериалов снижается примерно в 10 раз. Значи-
тельно возрастает контрастность изображения и проработка
мелких деталей.
В ряде случаев информативность рентгенограммы может
быть повышена, если для инъекции артерий вен или каких-либо
полостей использовать вещества, в разной степени поглощающие
рентгеновские лучи, реализовав тем самым идею А. С. Золоту-
хина 50-летней давности. Испытав различные сочетания рентге-
ноконтрастных инъекционных масс, мы установили, что наиболее
демонстративные рентгенограммы получаются при сочетании
соединений свинца и железа, в частности свинцового сурика.
Методика: выделяют из трупа орган, подлежащий исследова-
нию, и тщательно отмывают от крови его сосудистую систему
солевым раствором, имеющим температуру + 37 °C, до появле-
ния из магистральной вены прозрачной жидкости. Канюлируют
магистральную артерию и вену. Шприцем емкостью 20 мл за-
полняют артерии массой Гауха. Другим шприцем по возмож-
ности отсасывают жидкость из венозной системы и медленно,
чтобы не возникли экстравазаты, заполняют ее массой, содер-
98
Рис. 39. Артерии и вены левой доли поджелудочной железы при рентгено-
графии на фотобумаге.
Артерии инъецированы массой Гауха, вены — массой, содержащей железный сурик.
жащей железный сурик. Полноту инъекции контролируют по
заполнению мелких артерий и вен на поверхности препарата,
приобретающего коричневую окраску с ярко-красными прожил-
ками. В процессе инъекции тщательно перевязывают самые
мельчайшие сосуды, из которых вытекают массы, а после ее
окончания удаляют канюли, лигируют магистральные сосуды и
теплой водой смывают следы краски на поверхности органа.
Проводят рентгенографию без усиливающего экрана при сле-
дующих технических условиях: напряжение на трубке 70—
75 кВ, сила тока 30 мА, экспозиция 1,2 с, а расстояние от
фокуса трубки до объекта 40—60 см. Изображение артерий по-
лучается в несколько раз более плотным, чем вен, что позволяет
не только легко дифференцировать их визуально, но и осуществ-
лять сравнительную денситометрическую обработку рентгено-
грамм, выявляя соотношение площадей или объемов артериаль-
ной и венозной систем.
Весьма наглядные рентгенограммы (рис. 40, 41), имеющие
большое значение в основном для учебных и демонстрационных
/целей, а также при изучении системных поражений органов при
экспериментальных воздействиях, могут быть получены с по-
мощью флюорографа Овощникова, позволяющего получить
тотальную рентгенограмму собаки.
7*
99
Рис. 40. Артерии (инъекция массой Гауха) и вены (инъекция массой, содер-
жащей железный сурик) почки собаки.
Ангиограмма.
Инъекцию артерий в этом случае следует проводить через
сонную артерию, но не доводя ее до заполнения мелких сосудов,
иначе сосудистая система органов брюшной и грудной полостей
будет выглядеть как сплошное бесструктурное пятно. Венозную
систему приходится инъецировать из нескольких точек: вводить
массу в поверхностные вены дистальных отделов конечностей,
полую и яремную вены, в одну из брыжеечных вен. Для внутри-
костной инъекции С. Adler и соавт. (1983) рекомендуют обна-
жить кость, просверлить отверстие в диафизе, а затем инъеци-
ровать 2—10 мл контрастного препарата.
После окончания инъекции труп собаки укладывают на живот
или развернув на 30° к вертикальной плоскости съемки, макси-
мально растянув конечности, фиксируют к столу. Устанавли-
вают напряжение на трубке 80—90 кВ, силу тока 300—315 мА,
фокусное расстояние до 50 см. Экспозиция зависит от скорости
движения трубки над объектом (рис. 42, а, б).
Исследованию лимфатической системы в экспериментальной
хирургии уделяют неоправданно мало внимания. Как правило,
этим занимаются анатомы. Тем не менее роль этой системы в
патологии значительна и уже одно это требует активизации
работ по ее изучению в условиях моделирования заболеваний,
100
Рис. 41. Системы ветвей воротной вены (инъекция массой, содержащей же-
лезный сурик) и инъекция массой Гауха печеночной артерии.
при трансплантации органов и после выполнения различных опе-
ративных вмешательств. В современных условиях изучение лим-
фатической системы необходимо еще и потому, что благодаря
внедрению методов микрохирургии появилась возможность опе-
рировать непосредственно на лимфатических сосудах.
Лимфатическую систему изучают главным образом с по-
мощью инъекции, импрегнации и электронной микроскопии.
Инъекцию лимфатических экстраорганных сосудов осуществ-
ляют с помощью шприца, установленного в специальном аппа-
рате (рис. 43), механически подающем поршень вперед со ско-
ростью 1 мм/мин. Лимфатические сосуды брюшной полости мож-
но инъецировать введением массы непосредственно в паренхиму
лимфатического узла. Грудной проток инъецируют через его цис-
терну. Учитывая, что в лимфатических сосудах имеется большое
число клапанов, их инъекцию следует проводить по направле-
нию тока лимфы. Для инъекции пригодны любые известные
массы, не содержащие крупных частиц (Герота, Тейхмана, Жда-
нова), но лучше всего, по нашим данным, пользоваться латек-
сом, который, застывая в сосуде, облегчает последующую пре-
паровку, тогда как другие массы при повреждении сосуда сразу
же из него вытекают и сосуд становится невидимым.
101
Рис. 42. Тотальная рентгенограмма собаки по М. С. Овощникову.
а — в положении на боку; б — на спине. Артерии инъецированы массой Гауха.
Рис. 43. Общий вид устройства для лимфографии.
Большой объем информации о состоянии лимфатической
системы можно получить, используя рентгенологический метод.
Известны два способа изучения лимфатической системы: не’
прямая и прямая лимфография.
Непрямая лимфография разработана в нашей стране
А. С. Золотухиным и М. Г. Привесом (1927). Она основана на
выраженной способности лимфатических капилляров всасывать
из тканей водорастворимые и коллоидные вещества, в том числе
поглощающие рентгеновские лучи. Наилучшие результаты дают
колларгол и торотраст, но, к сожалению, они не применимы
у человека и потому остались в экспериментальной медицине
[Лукьянченко Б. Я., 1966]. Исследование осуществляют путем
введения 3—4 мл вещества непосредственно в ткань, а затем
делают серийные рентгеновские снимки начиная с 30-й минуты
после введения.
A. Carvalho и соавт. (1931) и Р. Sergent (1932), Д. А. Жда-
нов и соавт. (1938) в клинике получили рентгенограммы лим-
фатических сосудов после введения рентгеноконтрастного веще-
ства непосредственно в лимфатический узел.
Большое значение имеет все же метод прямой лимфографии.
Методика ее проведения: в первый межпальцевый промежуток
на стопе или в третий на кисти вводят под кожу 1 мл 0,25 %
раствора Эванс синий на 0,5—1 % растворе новокаина. Отсту-
пив от места введения красящего раствора на 5—6 см, под
новокаиновой анестезией разрезом длиной 2—3 см рассекают
103
кожу и выделяют окрашенный в синий цвет лимфатический
сосуд. Его захватывают глазным пинцетом, проксимальнее пин-
цета вкалывают в сосуд иглу, соединенную с двадцатиграммо-
вым шприцем «Рекорд», содержащим рентгеноконтрастное
вещество (верографин, диодон и т. д.). Перед введением в игле
создают некоторое давление, чтобы препарат по каплям вытекал
в момент введения. Это облегчает контроль правильности вве-
дения иглы. Водорастворимые вещества вводят со скоростью
1 мл/мин, масляные — 1 мл/15 мин.
Основным условием успеха прямой лимфографии является
неподвижность иглы в процессе введения препарата. Поэтому
между иглой и шприцем делают вставку в виде гибкого кате-
тера, а подачу поршня лучше всего осуществлять механически,
закрепив шприц в специальном станке. Рентгенограммы делают
через 15—20 мин после введения препарата и по мере необхо-
димости через 24—48 ч. Этим же методом в лимфатические
сосуды можно ввести радиоактивные препараты (для получения
скенограмм) и любые фармакологические вещества.
Интраорганную сеть лимфатических капилляров и сосудов
также выявляют путем введения в ткань специальных масс.
Одним из эффективных и технически простых является метод
индикации, предложенный А. А. Сушко (1966). Вначале 0,5 г
оранжевого кадмия тщательно растирают в фарфоровой ступке
с 1—2 мл скипидара, добавляют 25 мл хлороформа, 25 мл
эфира и фильтруют через толстый слой ваты. Из пипетки Пас-
тера путем оттягивания ее кончика в пламени горелки готовят
тонкую канюлю и под углом 30—45° вкалывают ее в ткань орга-
на на глубину до 0,5 см. Через резиновую трубку-переходник
присоединяют к канюле шприц и медленно вводят массу. Во
время наливки канюля должна быть неподвижна. Если масса
задерживается в близлежащих капиллярах, ее можно продви-
нуть, слегка массируя ткань влажным тампоном или черенком
скальпеля. Желательно, чтобы масса и орган были подогреты
до температуры +37 °C. Д. А. Жданов рекомендует проводить
инъекцию до тех пор, пока вокруг канюли не образуется экстра-
вазат. Если экстравазат возникает в самом начале инъекции,
введение массы следует прекратить и ввести канюлю на другом
участке.
Инъецированный орган фиксируют 7 дней в смеси спирта и
глицерина, взятых в соотношении 1 : 1, рассекают на фрагменты
толщиной до 1 см, обезвоживают в спиртах восходящей крепо-
сти и на 1—3 дня помещают в смесь, состоящую из 500 мл спир-
та и 200 г прокаленного медного купороса, периодически взбал-
тывая ее. Вступая в реакцию с оранжевым кадмием, купорос
выявляет даже ничтожные количества его в тканях. Обработан-
ные таким образом срезы промывают в 96° и 100° спирте, про-
светляют в метиловом эфире салициловой кислоты или ксилоле
и заключают в бальзам. Д. А. Жданов (1955) рекомендует
инъецированный орган фиксировать в 10—12 % растворе фор-
104
малина, затем рассекать его на фрагменты, 6—12 ч отбеливать
в 3 % растворе перекиси водорода и просветлять в 65 % и 100 %
глицерине.
Для детального исследования в хроническом эксперименте
состава лимфы у собак канюлируют грудной проток. С этой
целью у подопытного животного, находящегося в состоянии нар-
коза, разрезом слева по наружному краю грудиноключично-
сосцевидной мышцы вскрывают влагалище сосудисто-нервного
пучка и выделяют яремную вену, оттягивают ее кнаружи и
вверх. Рыхлую клетчатку между пищеводом и венозным углом
отслаивают по направлению к пищеводу и поперечному от-
ростку Ть При этом становится видимой концевая ампула груд-
ного протока. Тупым путем выделяют впадающий в нее шейный
лимфатический ствол, на 3—4 см дистальнее ампулы его пере-
вязывают, канюлируют, продвигая катетер в грудной проток,
фиксируют катетер в протоке, выводят его на кожу, для амор-
тизации делая в подкожной клетчатке один спиральный виток,
и рану зашивают наглухо. Катетер можно держать до 18 сут
[Миннебаев М. М. и др., 1982].
Ю. М. Лопухин (1971) рекомендует за 3 ч до операции ввести
собаке через зонд в желудок 200 мл растительного масла,
200 мл молока и окрасить эту смесь краской оранжевый
Судан III, что облегчает нахождение грудного протока.
Создание фистулы грудного протока нецелесообразно, ибо за
такими собаками нужен специальный уход, требуется тщатель-
но сбалансированная диета, но даже и в этих условиях быстро
наступает либо самоизлечение фистулы, либо фистула инфици-
руется и собака погибает в раннем послеоперационном периоде.
В последние годы большое внимание уделяется морфологии
и функции интраорганного микроциркуляторного сосудистого
звена. Входящие в него сосуды, как кровеносные, так и лимфа-
тические с методами инъекции или рентгенографии, а также
безинъекционными методами. Наиболее информативны, с нашей
точки зрения, методы, предложенные В. В. Куприяновым,
А. А. Сушко и П. Слонимским.
Способ А. А. Сушко (1966) позволяет выявлять элементы
микроциркуляторного русла в толще стенки органов, чем он
выгодно отличается от других, пригодных только для исследо-
вания пленочных препаратов. Техника: непосредственно перед
опытом готовят 0,25—1 % раствор нитрата серебра на дистил-
лированной воде и подогревают его и исследуемый орган до
температуры +37°C, а затем раствор инъецируют непосредст-
венно в ткань органа. Последний тщательно расправляют на
стекле и облучают рентгеновскими лучами при следующих усло-
виях: напряжение на трубке 75 кВ, сила тока 10—20 мА, экс-
позиция 4—6 мин, фокусное расстояние 20 см, без фильтра.
Облученный орган 2—3 дня фиксируют в 5 % растворе нейтраль-
ного формалина и еще 3 дня в 10 % растворе, обезвоживают
в спиртах восходящей крепости, просветляют в метиловом эфи-
105
ре салициловой кислоты и заключают в бальзам. Выявляются
все элементы кровеносного и лимфатического микроциркулятор-
ного русла.
Способ В. В. Куприянова (1969) позволяет выявлять микро-
сосуды в брюшине, плевре, капсулах органов и т. д.
С этой целью препарат тщательно расправляют на стекле и от 5 дней до
2 мес фиксируют в 12% растворе формалина. Промывают проточной водой не
менее 24 ч. На 30 мин погружают в 70° спирт и ополаскивают в дистиллиро-
ванной воде, выдерживают в темноте в 20% растворе нитрата серебра в би-
дистиллированной воде, ополаскивают водой и проводят через 4—5 стаканчи-
ков с 2% раствором формалина. Быстро проводят через дистиллированную во-
ду (вода, богатая хлоридами, непригодна, ибо препараты в ней сразу черне-
ют). До приобретения препаратом желтого цвета инкубируют его в растворе
аммиачного серебра, после чего переносят в 0,5% раствор формалина до по-
явления коричневого оттенка. Затем проводят через аммиачную воду, обезво-
живают и заключают в бальзам.
Метод П. Слонимского (1928) также пригоден для выявления
микрососудов на пленочных препаратах.
Техника: готовят раствор, состоящий из бензидина 2 г, ледяной уксусной
кислоты 20 мл и дистиллированной воды 60 мл. Его тщательно фильтруют и
хранят без доступа света. Препарат, в сосудах которого обязательно должна
содержаться кровь, погружают в расправленном виде в указанный раствор
бензидина (вместо воды лучше использовать раствор Рингера, Тироде, изото-
нический раствор хлорида натрия, чтобы не наступил гемолиз эритроцитов) на
несколько минут, извлекают, обрабатывают 30 мин 3% раствором перекиси
водорода и для фиксации окраски гемоглобина дополнительно обрабатывают
3—8% раствором молибденовокислого аммония. Окончательную фиксацию пре-
парата проводят в 80° спирте. При хорошо проведенной реакции сосуды при-
обретают синий цвет.
Хорошие результаты дают гистохимические методы, в част-
ности выявление сосудов микроциркуляторного звена путем
реакции на ЛДГ — лактатдегидрогеназу [Дыскин Е. А. и др.,
1976], кислую фосфатазу [Семенова Т. Г., 1965] и аденозинтри-
фосфатазу [Шахламов В. А., 197Г]. Другие гистологические,
гистохимические и гистоэнзиматические методы, электронную
микроскопию и авторадиографию выполняют по прописям, при-
веденным в руководстве Г. А. Меркулова (1969) и др.
Наряду с морфологическими методами исследования в экс-
периментальной хирургии широко используют методы микроско-
пического изучения крови и костного мозга, исследования со-
става различных жидких сред организма и т. д. Некоторые из
них, с нашей точки зрения, являются базовыми для научной
тематики любого профиля. Владение этими методиками обяза-
тельно для сотрудников лаборатории экспериментальной хирур-
гии, поэтому мы их описываем.
Морфологический состав крови (рис. 44) и костного мозга
изучают путем исследования мазков и определения процентного
соотношения различных клеточных форм. Для приготовления
мазков берут тщательно очищенные и обезжиренные предмет-
ные стекла. Для этого их моют теплой дистиллированной водой
106
Рис. 44. Клетки периферической
крови собаки.
с мылом, просушивают, а затем хранят до использования в жид-
кости Никифорова (смесь спирта и эфира 1 : 1) в широкогорлой
банке с притертой пробкой. Каплю крови или костного мозга
(кровь берут из любого сосуда, а костный мозг получают путем
пункции грудины или костей таза) наносят на предметное
стекло, прикасаются к ней концом стекла с шлифованным краем,
устанавливая его под углом 45° по отношению к предметному,
и быстрым равномерным движением, направленным по длинной
оси стекла, размазывают каплю тонким слоем. Высушивают ма-
зок на воздухе и фиксируют его 3—5 мин в метиловом спирте.
Затем фиксированный мазок просушивают на воздухе и 15—
30 мин окрашивают по Романовскому—Гимзе, либо погружая
мазок в эту краску (1—2 капли красителя на 1 мл дистиллиро-
ванной воды), либо наливая ее на мазок. Окрашенный мазок
тщательно промывают в дистиллированной воде, просушивают
фильтровальной бумагой и исследуют под микроскопом при
большом увеличении с масляной иммерсионной системой. Для
получения мазка высокого качества перед нанесением капли
крови или костного мозга на стекло его следует слегка про-
греть в пламени спиртовки или газовой горелки для удаления
паров смеси Никифорова, а затем охладить до комнатной тем-
пературы.
В число обязательных методов исследования крови входят:
определение общего числа эритроцитов и лейкоцитов, скорости
оседания эритроцитов, цветного показателя, числа тромбоцитов
и содержания гемоглобина, а также определение показателей,
характеризующих состояние свертывающей и противосверты-
вающей систем крови унифицированными методами, и изучение
тромбоэластограммы.
Опыт работы показывает, что наиболее информативными
методами изучения коагулирующего потенциала крови является:
107
время свертывания крови по Ли—Уайту; время рекальцифика-
ции плазмы по Бергергоф и Рока в модификации В. П. Балуды
и соавт; толерантность плазмы к гепарину по Сиггу; потребле-
ние протромбина по Бринкхаузу в модификации М. С. Мачабели;
содержание свободного гепарина крови по Сирмаи в модифи-
кации Центрального НИИ гематологии и переливания крови
М3 СССР; протромбиновое время по Квику в модификации
Б. А. Кудряшова; тромбиновое время по Сирмаи в модифи-
кации Центрального НИИ гематологии и переливания крови
М3 СССР; концентрация фибриногена по Р. А. Рутберг с моди-
фикацией расчета по М. А. Котовщиковой и Б. И. Кузнику;
определение фибриногена Б по Кумайну и Лайонсу в модифи-
кации Смит; активность фибриназы по Ж. Н. Руказенковой и
С. С. Хнычевой; фибринолитическая активность крови и степень
ретракции сгустка по М. А. Котовщиковой и Б. И. Кузнику;
тромботест по Фуэнте Ита в модификации М. А. Котовщиковой;
число тромбоцитов в мазках крови, окрашенных бриллианто-
вым крезиловым синим; содержание гемоглобина, исследованное
гемиглобинцианидным методом с использованием фотоэлектро-
калорпметра [Котовщикова М. А. и др., 1961; Балуда В. П.
и др., 1962, 1964; Довгялло Г. X. и др., 1969; Балуда В. П.,
Баркаган 3. С. и др., 1980, и др.]. Все эти методы технически
весьма просты и легко доступны для освоения лаборанту со
средним образованием.
Однако определение основных показателей коагулограммы
этими методами требует довольно значительного времени, по-
этому для ориентировки непосредственно во время операции или
в ближайшие часы после ее окончания применяют метод тром-
боэластографии.
Практика показывает, что для этой цели более всего приго-
ден четырехканальный тромбоэластограф отечественного произ-
водства «Тромб-2». При квалифицированном обслуживании он
работает стабильно, дает сравнимые показатели, а техника про-
ведения исследования проста и вполне доступна для лабо-
ранта. Для получения объективных и сопоставимых результатов
нужно пользоваться только цельной нестабилизированной
кровью, причем время от взятия крови до начала исследования
не должно превышать 3 с.
Показатели тромбоэластограммы рассчитывают (рис. 45) по
методике, описанной в монографии Г. А. Даштаянца и соавт.
(1972).
При расшифровке тромбоэластограммы определяют следую-
щие показатели:
R — время реакции измеряют от начала записи тром-
боэластограммы до появления ее амплитуды величиной 1 мм.
Для перевода в минуты полученную длину в миллиметрах делят
на скорость движения ленты. Это время определяет время обра-
зования нитей фибрина, хотя в целом это невидимая фаза свер-
тывания крови.
108
Рис. 45. Расчет элементов тромбо-
эластограммы. Схема.
Объяснения в тексте.
К — тромбоэластографическая константа
тромбина соответствует второй фазе, отражающей неспе-
цифическую бестромбоцитарную зону свертывания крови. Изме-
ряют от конца зоны до амплитуды тромбоэластограммы, равной
20 мм.
М а — максимальная амплитуда тромбоэла-
стограммы отражает окончание продуктивной фазы свер-
тывания, начало ретракции сгустка и фибринолиза.
t— специфическая константа коагуляции от-
ражает период между окончанием видимого свертывания крови
и началом ретракции сгустка.
Т — константа общего времени свертывания
крови измеряется от начала записи тромбоэластограммы до
ее максимальной амплитуды.
S — биологическая константа уплотнения
сгустка (синерезиса). Синерезис —это спонтанное вы-
деление жидкости из гелей в процессе их уплотнения, измеряется
от амплитуды 1 мм до максимальной амплитуды тромбоэласто-
граммы.
Ci — индекс гиперкоагуляции определяют по фор-
Ма
муле: ci—® норме он равен 3—7, увеличение свидетель-
ствует о гипер-, а уменьшение — о гипокоагуляции.
Приводим показатели тромбоэластограммы у беспородных
собак по А. П. Кабану (1979) —R 2,8—7,5 мин; К 3,5—8,1 мин;
t 8,3—16,1 мин; Т 14,8—29,2 мин; S 11,0—21,6 мин; R + K 7,1—
14,6 мин; R/K 0,53—1,6 мин; Ма 40—60 мм; Е 66,6—2155 ед.;
Ci 3,0—7,0 ед.; Ma/S 2,2—4,4 ед.
Следующий этап исследования крови — изучение содержания
белка в сыворотке и соотношения белковых фракций. В нашей
стране с 1972 г. в качестве основного метода количественного
определения общего белка в сыворотке крови предложено поль-
109
зеваться биуретовой реакцией. Метод заключается в следующем.
Готовят биуретовый реактив, состоящий из П/2 г сульфата меди
и 6 г сегнетовой соли, растворенных в 500 мл воды с добав-
лением 300 мл 10% раствора едкого натра, свободного от кар-
боната натрия, и 1 г йодида калия; общий объем раствора
доводят дистиллированной водой до 1 л.
К 1 мл исследуемого раствора, содержащего 1—10 мг белка,
добавляют 4 мл биуретового реактива, перемешивают и остав-
ляют на 30 мин при комнатной температуре. С помощью ФЭК
или спектрофотометра определяют оптическую плотность рас-
твора при длине волны 540—560 нм. Контролем служит проба,,
содержащая 4 мл биуретового реактива и воды. Определяют
концентрацию белка в пробе по калибровочной кривой, пост-
роенной с применением растворов, содержащих известные коли-
чества белка.
Биуретовая реакция лежит в основе широко применяемого
в ряде лабораторий метода Лоури, повышающего чувствитель-
ность биуретовой реакции примерно в 100 раз.
Приводим его описание так, как оно изложено в 12-м томе
3-го издания Большой медицинской энциклопедии.
Готовят следующие реактивы: А — 2% раствор Na2CO3 в ОД н. растворе
NaOH; Б — 0,5% раствор CuSO4-5H2O в 1% растворе лимоннокислого или
виннокислого натрия; В — смесь 1 мл реактива Б с 50 мл реактива А; реактив
Фолина — Чокалтеу: 20 г вольфрамовокислого натрия, 5 г молибденовокислого
натрия растворяют в 140 мл воды, добавляют 10 мл 80% фосфорной кислоты
и 20 мл концентрированной гидрохлористой кислоты. Смесь кипятят с обрат-
ным холодильником в течение 10 ч, добавляют 30 г сернокислого лития, 10 мл
воды и несколько капель брома. Общий объем смеси доводят водой до 200 мл
и фильтруют. Хранят в темной посуде; Г — готовят непосредственно перед упо-
треблением разбавлением реактива Фолина — Чокалтеу водой до конечной
концентрации кислоты 1 н.
Для исследования 0,4 мл белкового раствора, содержащего 5—40 мкг бел-
ка, смешивают с 2 мл свежеприготовленного реактива В, и смесь оставляют
стоять при комнатной температуре. Через 10 мин к ней быстро добавляют
0,2 мл реактива Г и тщательно перемешивают. Спустя 30—40 мин измеряют ве-
личину экстинкции при 750 нм. Интенсивность окрашивания, если содержание
белка в пробе превышает 40 мкг, не строго пропорциональна его истинной кон-
центрации. В таких случаях пробу следует развести в два раза, а калибровоч-
ную кривую строить, исходя из пределов содержания белка от 5 до 40 мкг.
Кроме того, разные белки также дают разную интенсивность и оттенки окра-
шивания пробы, поэтому желательно калибровочную кривую строить с тем;
белком, содержание которого будет определяться в дальнейшем.
Соотношение белковых фракций в сыворотке крови опреде-
ляют методом электрофореза в полиакриламидном геле (7 %,
раствор акриламида в трисацетатном буферном растворе pH 8.5)..
При этом сыворотка крови собак разделяется на 12—18 и более
фракций, объединяемых затем в так называемые стабильные
группы, соответствующие основным классам белков и липопро-
теидов. Поскольку сама электрофореграмма дает лишь косвен-
ное представление о составе белков сыворотки крови, ее после
окраски амидо черным подвергают денситометрии и рассчита-
но
Рис. 46. Расчет денситограм-
мы по Г. Мауреру. Схема.
Объяснения в тексте.
вают соотношение белковых фракций в процентах по отношению
к общему количеству белка (Бойко Ю. Я., 1972; Маурер Г.,
1971].
Методика расчета следующая (рис. 46).
Получив денситограмму, про!водят базисную линию MN через точки начала
и окончания записи экспоненциальной и начала интегрирующей кривых. Из
точки А (конец записи интегрирующей кривой) опускают перпендикуляр AAj
на базисную линию. Из точки А проводят линию АВ длиной 100 мм до ее пере-
сечения с базисной линией MN. Измеряют величину ошибки отставания, рав-
ную расстоянию между точками начала записи интегрирующей и экспоненци-
альной кривых (С). Проводят разметку экспоненциальной кривой, отмечая
начало каждого ее изгиба, соответствующего изменению плотности электрофо-
реграммы, зависящей от содержания белка данной фракции. Из каждой от-
метки на экспоненциальной кривой параллельно линии AAi опускают перпенди-
куляр до пересечения с интегрирующей кривой с учетом ошибки отставания.
Из точек, полученных таким образом на интегрирующей кривой, восстанавли-
вают паралелльно линии MN перпендикуляр до пересечения с линией АВ. Из-
меряют расстояние между полученными на линии АВ отметками в миллимет-
рах. Сумма этих расстояний составляет 100 мм и представляет собой соотно-
шение белковых фракций в данной пробе сыворотки, выраженное в процентах.
Наряду с определением содержания 'общего белка в сыво-
ротке крови по Лоури или биуретовым методом применяют бо-
лее простой микробиуретовый метод, дающий вполне сопоста-
вимые с ними результаты. Он заключается в следующем.
К 0,2 мл исследуемого раствора добавляют 0,2 мл 6% раствора NaOH,
3,6 мл 3% раствора NaOH и 0,2 мл реактива Бенедикта (86.5 г трехзамещенного
цитрата натрия+ 50 г гидрокарбоната натрия+ 8,65 г сульфата меди + вода до
500 мл); исследуют на спектрофотометре при длине волны 330 нм. Контроль-
ным образцом является 4 мл 3% раствора NaOH, к которому добавлено 0,2 мл
реактива Бенедикта. Калибровочный график строят по результатам исследова-
ния различных концентраций сывороточного альбумина при общем его содер-
жании от 0,1 до 6 мг в 0,2 мл воды.
111
Приводим содержание белка и соотношение белковых фрак-
ций в сыворотке крови беспородных собак: общий белок 59—
87 г/л; альбумин 0,22—0,46 мкмоль/л; глобулины 0,426—
0,451 мкмоль/л; си-глобулин 0,055—0,20 мкмоль/л; а2-глобулин
0,20—0,53 мкмоль/л; церулоплазмин 0,03—0,14 мкмоль/л; транс-
феррин 0,025—0,150 ммоль/л; медленный липопротеид 0,05—
0,17 мг/л.
Содержание липидов и жирных кислот в сыворотке крови
беспородных собак: общие липиды 3,4—5,5 г/л; липидный фос-
фор 0,06—0,25 г/л; фосфолипиды 1,5—3,75 г/л; общие липопро-
теиды 4,4—6,8 г/л; а-фракция 3,2—5,2 г/л; (3-фракция 1,0—
3,2 г/л; общий холестерин 1,05—2,35 г/л; эфиросвязанный холе-
стерин 0,64—1,68 г/л; свободный холестерин 0,31—0,92 г/л;
кислоты — меристиновая — 8,6—13,4 %, пальмитиновая 18,7—
27,8%, стеариновая 32,1—39,1 %, арахидоновая 5,1—8,5 %*
Кариологический анализ метафазных клеток у собак пред-
ставляет определенные трудности, так как, во-первых, методика
их получения несколько отличается от принятой в клинике, а,
во-вторых, типичным для собаки является диплоидный набор из
76 тело- или субтелоцентрических хромосом с постепенно умень-
шающейся величиной от самой большой Х-хромосомы до самой
маленькой Y-хромосомы, что не дает возможности идентифици-
ровать ни отдельные хромосомы, ни их группы. В обеих поло-
вых хромосомах центромера расположена субметацентрично.
Методика получения метафазных клеток у собак разработана
С. А. Хрусталевым (1966) и Т. П. Цессарской (1968). По мне-
нию авторов, самым надежным гистологическим методом явля-
ется кариологическая идентификация костномозговых клеток.
Характерной особенностью препаратов костного мозга служит
наличие гиперплоидных клеток, представляющих собой мега-
кариобласты, из которых затем формируются мегакариоциты.
В результате повторных эндомитозов в них образуются гигант-
ские ядра, содержащие сотни хромосом.
Для получения метафазных клеток 1—2 мл костного мозга
помещают в 20 мл глюкозо-солевого раствора (600 мг хлорида
натрия и 700 мг глюкозы на 100 мл дистиллированной воды)
с колхицином (2 мл 0,04 % раствора). Эту взвесь клеток 2—Зч
инкубируют при <4-37°C, разводят в 5 раз 0,44 % раствором
цитрата натрия и выдерживают 25—30 мин при комнатной тем-
пературе. Полученную клеточную взвесь центрифугируют 20 мин
при 800—1000 об/мин, удаляют надосадочную жидкость, фикси-
руют клетки, добавляя по каплям спиртово-уксусную смесь
(3 части абсолютного спирта и 1 часть ледяной уксусной кис-
лоты) и оставляют в фиксаторе 1 ч при +4 °C. Удаляют фикса-
тор, добавляют 60 % раствор уксусной кислоты, наносят каплю
взвеси на охлажденное в сухом льду предметное стекло, подсу-
шивают на пламени горелки и окрашивают ацетоорсеином.
Метафазные клетки фотографируют при большом увеличении
микроскопа и подвергают анализу.
112
Прямое или опосредованное участие реакций иммунитета
в патогенезе ряда хирургических заболеваний или послеопера-
ционных осложнений, установленное многочисленными исследо-
ваниями, требует использования иммунологических методов и
в лаборатории экспериментальной хирургии. Описано огромное
количество этих методов. Чтобы представить их в более или
менее систематизированном виде потребуется отдельное издание.
Вместе с тем, основываясь на собственном опыте и наблюде-
ниях других исследователей, можно выделить определенный
минимум простейших методик, владение которыми, по-видимому,
обязательно для сотрудников такой лаборатории. Использование
более тонких и сложных методов, требующих специальной аппа-
ратуры, должно уже диктоваться потребностями конкретного
исследования и, естественно, возможностями учреждения.
Основываясь на личном опыте и данных литературы, реко-
мендуем следующий минимальный перечень иммунологических
методик, применение которых в комплексе с другими способами
позволяет получить достаточно полное представление об иммун-
ном статусе подопытного животного.
Показатели неспецифической иммунологической
резистентности и гуморальных факторов иммунитета
Реакцию гемагглютинации и агглютинации микроорганизмов
осуществляют следующим образом. Готовят разведения испы-
туемой сыворотки с изотоническим раствором хлорида натрия
в соотношениях 1:2—1:512. В каждую пробирку вносят по
0,1 мл 2,5 % взвеси эритроцитов барана, инкубируют 24 ч при
+ 5 °C и учитывают результаты по максимальному разведению
сыворотки, когда на дне пробирки образуется агглютинат ( + 4)„
и по последней пробирке, в которой еще видны следы агглюти-
нации эритроцитов (1 + ).
Для реакции агглютинации микроорганизмов вместо эритро-
цитов барана в каждую пробирку вносят по два миллиарда мик-
робных тел убитой суточной культуры Е. coli, а затем их инку-
бируют 2 ч при + 37 °C и 20 ч при комнатной температуре. Учет
проводят аналогичным образом.
Определение титра комплемента по 50 % гемолизу. Смеши-
вают равные объемы 3 % взвеси эритроцитов барана и гемоли-
тической сыворотки (кроличья антисыворотка против эритроци-
тов барана), разведенной по тройному титру (если исходный
титр сыворотки 1:1500, то разведение должно быть 1:500),
и 30 мин инкубируют при +37°С. Затем наливают в 5 пробирок
по 0,1—0,2—0,3—0,4—0,5 мл исследуемой сыворотки, разведен-
ной изотоническим раствором хлорида натрия в соотношении
1 : 10, доводят объем жидкости в каждой пробирке до 1,5 мл,
доливая соответствующее количество раствора, и добавляют по
1,5 мл ранее приготовленной смеси эритроцитов барана с гемо-
литической сывороткой. Инкубируют 45 мин при 1500 об/мин и
8 Заказ № 418
113
определяют оптическую плотность с помощью ФЭК с зеленым
фильтром против воды.
Одновременно ставят два контроля: 1,5 мл дистиллированной
воды с добавлением 1,5 мл взвеси эритроцитов барана (100%
гемолиз) и 1,5 мл изотонического раствора хлорида натрия
с добавлением 1,5 мл взвеси тех же эритроцитов. Определяют
оптическую плотность жидкости в первом контроле, что соот-
ветствует 100 % гемолизу. Этот показатель делят на 2 (50 %
гемолиз).
Из показателей оптической плотности растворов в 5 иссле-
дуемых пробирках выбирают наиболее близкий по значению к
оптической плотности 50 % гемолиза в первом контроле и делят
его на показатель оптической плотности 100 % гемолиза. В таб-
лице коэффициентов Мальтанера (см. приложение, табл. 12)
отыскивают коэффициент, соответствующий полученной вели-
чине лизиса эритроцитов, умножают на 10 и в зависимости от
того, какая пробирка взята для расчета, на 10—5—-3,3—2,5
или 2. Полученное произведение соответствует содержанию ком-
племента в сыворотке крови, выраженному в 50% единицах.
Определение пропердина в сыворотке крови по Л. В. Нови-
ковой и соавт. (1981). Исследуемую сыворотку разводят веро-
нал-мединаловым буферным раствором (pH 7,4) от 1:10 до
1 : 320. В центрифужные пробирки вносят по 0,2 мл каждого
разведения испытуемой сыворотки, 0,2 мл инсулина (3 мг сухого
вещества) и 0,2 мл комплемента. В аналогичном ряду контроль-
ных пробирок вместо инсулина добавляют по 0,2 мл буферного
раствора. Инкубируют 1 ч при + 37°С, 15 мин центрифугируют
при 1500 об/мин и отсасывают по 0,3 мл надосадочной жидкости.
К этим образцам добавляют по 0,2 мл стандартной гемолити-
ческой системы, 20 мин инкубируют при +37 °C и учитывают
результат. За титр пропердина принимают наибольшее разведе-
ние испытуемой сыворотки, когда еще видна отчетливая за-
держка гемолиза. ;
Определение фагоцитарной активности нейтрофилов перифе-
рической крови. Из вены берут в пробирку с гепарином 0,2 мл
крови и добавляют 0,1 мл взвеси бактерий, полученной из
суточной культуры на агаре, имеющей концентрацию один мил-
лиард микробных тел в одном миллилитре. В качестве тест-куль-
туры чаще всего используют эталонный штамм стафилококка
№ 209, но можно взять любую культуру в той же концентрации,
например ту, что вызвала нагноение у данного подопытного
животного.
Пробирку осторожно встряхивают и 30 мин инкубируют при
+ 37 °C. Из образовавшейся над осадком эритроцитов лейкоци-
тарной взвеси делают мазки, фиксируют их и окрашивают по
Романовскому—Гимзе. Определяют процент активно фагоцити-
рующих нейтрофилов и число фагоцитированных микробов,
приходящихся в среднем на один нейтрофил, т. е. интенсивность
фагоцитоза.
114
Кроме того, необходимо определить показатель завершен-
ности фагоцитоза. Исследование проводят по методу 3. Е. Мату-
сис и С. И. Пылаевой в модификации Е. А. Олейниковой и
соавт. (1981). Непосредственно после добавления в пробирку
с кровью микробной культуры и спустя 2 ч инкубации при
-г37°C делают посевы на один из секторов мясо-пептонного-
агара в чашке Петри. Подсчитывают число колоний микроорга-
низмов, определяя степень завершенности фагоцитоза в баллах
от 0 (отсутствие роста) до 10 (сплошной рост), выделяя при
этом 5 степеней: 1-я — высокая (рост 0,2 балла, коэффициент
бактерицидности — величина, обратная логарифму числа вырос-
ших колоний,— 1,0—0,22); 2-я —средняя (рост 3—4 балла, ко-
эффициент 0,81—0,45); 3-я — слабая (рост 5—6 баллов, коэф-
фициент 0,44—0,32); 4-я — очень слабая (рост 7 баллов, коэф-
фициент 0,31—0,29 при обязательном сплошном росте в
контроле); 5-я — отсутствие завершенности фагоцитоза (рост
8—10 баллов, коэффициент 0,28—0,25).
Л. В. Новикова и соавт. (1981) рекомендуют вычислять еще
эффективность фагоцитоза как интегральный показатель фаго-
цитарной активности нейтрофилов. Он представляет собой про-
изведение трех величин: активности, интенсивности и завершен-
ности фагоцитоза. Для изучения степени сенсибилизации клеток
периферической крови эти исследования можно проводить в при-
сутствии тканевых или бактериальных аллергенов, добавляя их
в пробирку с кровью и микробной культурой по 0,1 мл.
Методы исследования
клеточных факторов иммунитета
Определение аутобляшкообразующих клеток (АБОК) по
Н. Н. Клемпарской (1969). АБОК — это клетки, продуцирующие
аутогемолизины. Их число в крови у интактных животных, как
правило, не превышает 3%. Методика их выявления: на пред-
метное стекло наносят 2 капли (по 0,02 мл) свежецитратной
крови; к одной капле добавляют 0,01 мл 4 % уксусной кислоты,
к другой — 0,01 мл раствора Хенкса; каждую каплю тщательно
перемешивают и накрывают покровным стеклом со смазанным
вазелином краями, чтобы предотвратить растекание и подсыха-
ние капли; инкубируют 18—20 ч при +4°С и 1 ч при комнатной
температуре; в первой капле подсчитывают число ядросодержа-
щих клеток, а в другой — число зон гемолиза вокруг ядросодер-
жащих клеток. Число АБОК определяют по формуле:
„ число «бляшек» в 10 полях зрения
АБОК= ---------------------------------------• 100.
число кариоцитов в 10 полях зрения
Определение числа Т- и В-лимфоцитов в периферической
крови (рис. 47, 48). Используют тест спонтанного розеткообра-
зования лимфоцитов с нативными или сенсибилизированными
антителами (ЕА), антителами с комплементом (ЕАС) эритро-
11&
8*
Рис. 47. Т-розетки, обра-
зованные лимфоцитами
периферической крови со-
баки.
Фазовый контраст. Х180.
цитами. Если в этих методиках в клинических исследованиях
используют эритроциты барана или быка, то в эксперименте на
собаках пользуются эритроцитами человека или морской свинки
{Bowles Ch. et al., 1975]. Содержание Т-лимфоцитов соответст-
вует числу Е-розеткообразующих клеток (Е-РОК), у собаки их
32—36 %, содержание В-лимфоцитов — числу ЕА-РОК или
ЕАС-РОК (до 48 %) (см. приложение, табл. 13).
Для определения Е-РОК в центрифужную пробирку вносят
0,5 мл взвеси лимфоцитов (2 • 106/1 мл) и добавляют 0,5 мл 5 %
взвеси эритроцитов морской свинки. Центрифугируют 3—5 мин
при 800 об/мин, инкубируют 5 мин при +37°С и 30 мин при
4-12 °C, осторожно ресуспендируют и либо ведут подсчет розе-
ток в камере Горяева, либо в нативной капле с добавлением
акридина оранжевого на люминесцентном микроскопе, либо в
мазках после фиксации в пробирке раствором глютаральдегида,
метиловым спиртом и окраски по Романовскому—Гимзе. Учиты-
вают лимфоциты, присоединившие не менее трех эритроцитов.
Число Е-РОК выражают в процентах по отношению к 200 лим-
фоцитам. Абсолютное содержание их в 1 мм3 определяют по
формуле: Х = число лейкоцитов в 1 мм3-процент лимфоцитов
в формуле крови-процент РОК.
Методика определения числа ЕА (без комплемента) или
ЕАС-РОК аналогична, но для ее проведения необходимо готовить
так называемую индикаторную систему. С этой целью вначале
Рис. 48. В-розетки, обра-
зованные лимфоцитами
периферической крови со-
баки.
Фазовый контраст. Х180.
получают кроличью антисыворотку против эритроцитов морской
свинки или человека (кролику внутривенно вводят сначала
10 мл, а через 6 и 16 ч после первой инъекции еще по 50 мл 10%
взвеси эритроцитов морской свинки или человека, через 7 дней
берут кровь, отделяют сыворотку, прогревают ее 30 мин при
+ 56 °C и определяют титр антител в реакции гемагглютинации).
Затем к 4 мл 5% взвеси эритроцитов морской свинки или
человека добавляют 4 мл кроличьей антисыворотки и инкубиру-
ют 30 мин при +37 °C. Эритроциты трижды отмывают изотони-
ческим раствором хлорида натрия, осадок ресуспендируют в 4 мл
раствора, добавляют 4 мл мышиной сыворотки, разведенной в
10 раз (для определения ЕАС-РОК), инкубируют 30 мин при
+ 37 °C, трижды отмывают изотоническим раствором хлорида
натрия, центрифугируют и готовят из осадка 5% взвесь эритро-
цитов в среде 199. Перед постановкой опыта эту взвесь разводят
в 10 раз.
Реакция бласттрансформации лимфоцитов проводится для
оценки функционального состояния лимфоцитов периферической
крови. Основана на способности лимфоцитов трансформировать-
ся под воздействием антигенов в бластные клетки, имеющие
четкие морфологические отличия от лимфоцитов, находящихся
в покое. Это крупные клетки с большим центрально располо-
женным ядром. Хроматин ядра диффузно распределен во всем
его объеме, ядро содержит 2—3 ядрышка. Цитоплазма широкая,
117
резко базофильная. В ядрах некоторых клеток видны фигуры
митоза. К бластам причисляются и лимфоциты с начальными
признаками трансформации.
Чаще всего в качестве стимулятора используют фитогемаг-
глютинин (ФГА), но, в принципе, с этой целью может быть при-
менен любой антиген. Принято считать, что под воздействием
ФГА трансформации подвергаются только Т-лимфоциты. Для
изучения функционального состояния В-лимфоцитов применяют
митоген лаконоса либо полисахаридную фракцию оболочки
Pseudomonas aeruginosa, Е. coli и других грамотрицательных
микроорганизмов.
Методика постановки реакции бласттрансформации лимфо-
цитов: гепаринизированную кровь разливают по 0,5 мл в 4—5
силиконированных пробирок, добавляют 4,5 мл среды 199; пер-
вая пробирка служит контролем — это фоновая спонтанная
бласттрансформация, во вторую вносят ФГА из расчета
0,1 мл/мл, в остальные — испытуемый антиген, в тех же объемах
содержащий 0,2 мг белка; пробирки герметизируют и 72 ч ин-
кубируют при +37°C; центрифугируют 15 мин при 1000—
1500 об/мин; снимают образовавшийся над эритроцитами бело-
ватый слой, готовят мазки, окрашивают их по Паппенгейму и
подсчитывают число бластов на 500 клеток.
На этом же принципе основан и метод смешанной культуры
лимфоцитов, когда вместо ФГА или антигена в пробирку добав-
ляют взвесь лимфоцитов другого животного. Это позволяет до-
статочно точно оценить степень совместимости донора и реци-
пиента, а также ориентировочно прогнозировать время наступ-
ления и интенсивность криза отторжения аллотрансплантата.
В качестве контроля уровня спонтанной бласттрансформации
используют пробирки с кровью каждого из обследуемых, а так-
же две пробирки, в которых раздельно культивируют лимфоциты
каждого подопытного животного.
При проведении реакции смешанной культуры лимфоцитов-
используют их чистую взвесь, выделенную из крови и имеющую
концентрацию клеток 1—2-106/мл. Перед началом культивиро-
вания лимфоциты одного из двух подопытных животных обраба-
тывают в течение 30 мин при +37°C митомицином С (16 мкг/мл)
с тем, чтобы блокировать их собственный ответ на антигены-
партнера. Затем в пробирку наливают 2 мл взвеси обработан-
ных митомицином С лимфоцитов и 2 мл необработанных. Эта
взвесь представляет собой 2-Ю6 лимфоцитов в 1 мл среды 19&
Пробирки герметизируют и подвергают инкубации 7 дней при
+ 37 °C, после чего учитывают число бластных форм на 500 лим-
фоцитов.
Методика выделения лимфоцитов периферической крови. Су-
ществует много методов получения концентрированной и относи-
тельно очищенной от примеси других клеток суспензии лимфо-
цитов. Имея различные недостатки, они, в целом, дают сходные
результаты, отличающиеся главным образом числом оставшихся
118
во взвеси эритроцитов [Когут Г. И. и др., 1979]. Наибольшее рас-
пространение в лабораторной практике получил метод диффе-
ренциального центрифугирования в градиенте фиколл-верогра-
фина.
24,4 г фиколла растворяют в 100 мл теплой дистиллированной воды, до-
бавляют 49,9 мл 75% раствора верографина и дистиллированной водой дово-
дят объем смеси до 340 мл. Устанавливают плотность, равную 1,077, фильтру-
ют, при необходимости стерилизуют путем автоклавирования и хранят при
4-4 °C. Берут 4—5 мг гепаринизированной крови, отстаивают ее в холодильнике
и отсасывают образовавшийся над эритроцитами слой плазмы, содержащий
лимфоциты, тромбоциты и другие клетки. В центрифужную пробирку вносят
2 мл фиколл-верографиновой смеси и по стенке осторожно наслаивают отсосан-
ную плазму с клетками.
Образованный градиент подвергают центрифугированию 30 мин при 800—
1000 об/мин, отсасывают образовавшийся на границе раздела жидкостей бе-
лый слой клеток, содержащий лимфоциты и моноциты, переносят их в пробир-
ку с 5 мл раствора Хенкса, дважды отмывают этим раствором путем центри-
фугирования взвеси по 10 мин при 1000 об/мин и последующего ресуспендиро-
вания, подсчитывают число клеток, доводят их концентрацию до 2-106/мл и
определяют жизнеспособность, добавляя одну каплю 0,1% раствора трипано-
вого синего и одну каплю 0,1% раствора эозина, приготовленных на двойном
растворе Хенкса или Рингера на глюкозе (ядра мертвых клеток будут окра-
шены в синий цвет, а цитоплазма — в вишневый, живые клетки останутся бес-
цветными). В норме число окрашенных клеток не должно превышать 1—3%
[Новиков Д. К. и др., 1979].
Полученную клеточную взвесь либо сразу используют, либо разливают в
ампулы по 1 мл, добавляют защитную среду, запаивают, замораживают по спе-
циальной программе и хранят в жидком азоте (—196 °C), размораживая по
мере надобности. Срок хранения лимфоцитов в замороженном состоянии прак-
тически неограничен, по нашим наблюдениям, проведенным совместно с Г. И.
Когутом, даже спустя 17 лет число жизнеспособных лимфоцитов заметно не
снижается, и они могут быть использованы во всех иммунологических реак-
циях.
Практика также показывает, что после снятия лимфоцитов
фиколл-верографиновую смесь можно использовать повторно,
что создает определенную экономию дорогостоящих реактивов
(исследование выполнено в нашей лаборатории совместно с
Т. Н. Присяжнюк). Нужно только каждый раз добавлять 0,1—
0,2 мл смеси до объема 2 мл.
Методика приготовления тканевых антигенов известна давно.
Она описана во всех руководствах и стала классической.
Кусочки ткани берут либо у живого наркотизированного животного, либо
сразу же после эвтаназии, строго соблюдая правила асептики. Их тут же ох-
лаждают и все дальнейшие манипуляции выполняют на холоде, используя ох-
лажденную посуду, инструменты и реактивы.
Ткань измельчают ножницами и промывают изотоническим раствором хло-
рида натрия до полного удаления следов крови. Затем переносят в фарфоро-
вую ступку с кварцевым песком (можно использовать кусочки стекла от битой
термостойкой посуды), добавляют несколько миллилитров изотонического ра-
створа хлорида натрия и тщательно растирают до получения гомогенной одно-
родной массы. Ее переносят в колбу, в соотношении 1:2 — 1:4 разводят изо-
тоническим раствором хлорида натрия, перемешивают и отстаивают при +4 °C
в течение 16—20 ч. Отсасывают надосадочную жидкость (предварительно мож-
но подвергнуть гомогенат и жидкость центрифугированию 15—20 мин при
1500—3000 об/мин, используя центрифугу с охлаждением), по Лоури или ми-
119
кробиуретовым методом определяют содержание белка в 1 мл, разливают в ам-
пулы, герметизируют и хранят в замороженном состоянии. Каждая порция
антигена после оттаивания должна быть использована полностью и повторному
замораживанию не подлежит.
Учитывая, что в лабораторных условиях применяют центрифуги самых
различных конструкций, для получения сравнимых результатов при определе-
нии нужной скорости вращения ротора пользуются не показателем числа обо-
ротов в минуту, а показателем величин центробежной силы g. При известном
значении g для перевода его в показатель числа оборотов в 1 мин применяют
формулу:
где N — число оборотов ротора в минуту, g — центро-
бежная сила, R — расстояние от центра оси центрифуги до поверхности жид-
кости в пробирке или границы раздела жидкостей.
В заключение этой главы следует еще раз подчеркнуть, что
описанными здесь методиками отнюдь не ограничивается огром*
ный арсенал методов исследования, известных в настоящее вре-
мя. Тем не менее эти методы, с нашей точки зрения, составляют
основу для нормальной работы лаборатории экспериментальной
хирургии, значительно облегчая проведение исследований и ос-
воение других, более сложных и возможно более информатив-
ных методик.
Для упрощения обучения персонала лаборатории, демонстра-
ции объема ее работы и в методических целях целесообразно
составить (своеобразную картотеку методик) с тем, чтобы им
всегда можно было воспользоваться при проведении соответст-
вующего исследования.
Часть вторая
ХИРУРГИЧЕСКОЕ МОДЕЛИРОВАНИЕ
ЗАБОЛЕВАНИИ
И ПАТОЛОГИЧЕСКИХ ПРОЦЕССОВ
«...в любой научной области... надо исходить из дан-
ных нам фактов, стало быть, ... и в теоретическом ес-
тествознании нельзя конструировать связи и вносить их
в факты, а надо извлекать их из фактов и, найдя, дока-
зывать их, насколько это возможно, опытным путем».
Ф. Энгельс. Диалектика природы.
Маркс К., Энгельс Ф. Соч., 2-е изд., т. 20, с. 370—371.
Глава 6
МОДЕЛИРОВАНИЕ ВОСПАЛЕНИЯ
И ГНОЙНО-СЕПТИЧЕСКИХ ПОРАЖЕНИЙ
Воспаление относится к числу основных реакций организма
на воздействие раздражающих агентов, зачастую определяющих
течение заболевания и его исход. Эту филогенетически наиболее
древнюю и универсальную реакцию на изменения гомеостаза
изучают уже не одно столетие, но спорных вопросов остается
еще немало, включая и неопределенность дефиниции воспаления,
что само по себе говорит о нерешенности проблемы. В моногра-
фии «Воспаление» А. М. Чернух предлагает следующее, хотя и
сложное, но, по нашему мнению, все же одно из наиболее удач-
ных определений: «Воспаление — это возникшая в ходе эволю-
ции реакция живых тканей на местные повреждения; она со-
стоит из сложных поэтапных изменений микроциркуляторного
русла, системы крови и соединительной ткани, которые направ-
лены в конечном итоге на изоляцию и устранение повреждаю-
щего агента и восстановление (или замещение) поврежденных
тканей» 1б.
Следовательно, воспаление лежит в основе большинства па-
тологических процессов, в том числе и раневой инфекции. Поэто-
му воспроизведение гнойно-септических поражений следует на-
чинать именно с классических моделей воспаления. По данным
литературы, с этой целью чаще всего используют лабораторных
грызунов [Саркисов Д. С. и Ремезов П. И., 1960], но они пригод<
ны лишь для изучения общих физиологических закономерностей
развития воспаления. Исследование механизмов патогенеза вос-
16 Чернух А. М. Воспаление. — М.: Медицина, 1979, с. 10.
121
паления, особенно в условиях раневой инфекции, отработку ме-
тодов ее профилактики и лечения, естественно, следует прово-
дить на собаках, хотя это и сопряжено с известными трудностя-
ми прежде всего организационного характера.
Классической моделью воспаления, не потерявшей значения
и в настоящее время, остается так называемый скипидарный
абсцесс. Для его воспроизведения у подопытного животного на
участке спины, наименее доступном для расчесывания, выстри-
гают шерсть, обрабатывают кожу раствором йода и вводят в
подкожную клетчатку 1 — Р/2 мл скипидара. Уже через несколь-
ко часов на месте инъекции развивается острое воспаление и
формируется абсцесс, последовательно проходящий все стадии
воспаления и репарации. Если присоединяется инфекция, скипи-
дарный абсцесс превращается в яркую модель острого гнойного
воспаления подкожной клетчатки, вплоть до развития флегмоны.
Если необходимо получить воспаление с преобладанием не-
кротических процессов, под кожу в тех же количествах (1—
Р/2 мл) вводят 1—5% стерильный раствор нитрата серебра или
10% раствор хлорида кальция.
Хроническое воспаление моделируют введением в подкож-
ную клетчатку 1—2 мл стерильного вазелинового масла, каких-
либо стерильных инородных тел и др. И. Л. Слуцкий и соавт.
(1975) предлагают для моделирования хронического воспаления
и индуцирования активного разрастания грануляционной ткани
вводить под кожу монокарбоксилпроизводное целлюлозы с со-
держанием карбоксильных групп в ее макромолекуле от 5,7 до
16,6%.
При необходимости воспроизвести хроническое воспаление
с присоединением инфекции, через 1—2 дня в полость сформиро-
вавшегося абсцесса дополнительно вводят до 200 000 000—
400 000 000 микробных тел суточной культуры патогенных мик-
роорганизмов или их ассоциации. Наиболее подходят для этих
целей стафилококки (белый, эпидермальный, золотистый и др.)-
Применение культур грамотрицательных микроорганизмов неже-
лательно, так как в этом случае у животных наблюдается отчет-
ливая тенденция к генерализации процесса и примерно 70% из
них погибает из-за обширных кожных поражений или сепсиса.
Кроме того, работа с грамотрицательными бактериями в усло-
виях лаборатории экспериментальной хирургии и клеточного
содержания собак более сложна, ибо требует со стороны персо-
нала дополнительных мер предосторожности и введения в вива-
рии более строго санитарного режима.
Мы считаем также, что все операции на животных, связан-
ные с моделированием гнойно-септических поражений, надо вы-
полнять с соблюдением правил асептики и антисептики, а инфи-
цирующий материал следует вносить уже после окончания опе-
рации при строгом контроле видового состава микрофлоры и ее
количества, иначе результаты эксперимента вряд ли можно
считать достоверными и сопоставимыми.
122
Наряду с воспроизведением острого и хронического продук-
тивного и гнойного воспаления большое значение для изучения
динамики развития раневой инфекции имеют методы модели-
рования кожных ран, ожогов и отморожений. Основное требо-
вание к этим моделям — дозированность наносимого поврежде-
ния по времени, глубине и площади поражения.
Методика моделирования кожной раны проста: на опреде-
ленном участке кожного покрова удаляют шерсть, отступя на
1 см по периметру рассекают кожу и подкожную клетчатку, за-
хватывают край кожного лоскута зажимом и, постепенно отсе-
ларовывая его от подкожной клетчатки, удаляют. Рану покры-
вают марлевой повязкой или, если собака приучена находиться
в станке, пленкой из какого-либо прозрачного материала, позво-
ляющего вести визуальные наблюдения за заживлением раны.
Под такую пленку можно вводить лекарственные препараты,
микробные культуры, раздражающие вещества, удобно так же
брать для исследования раневое отделяемое и т. д.
Отморожение конечностей моделируют, погружая их на нуж-
ную глубину в ванну со льдом, распыляя жидкий азот, этил,
хлорид, обкладывая твердой углекислотой. Эти методы практи-
чески не позволяют дозировать воздействие повреждающего
•агента, хотя и воспроизводят отморожение. Лучшие результаты
дает применение электронной криогенной аппаратуры, исполь-
зуемой в клинике для криовоздействия, в частности установки
серии «Криоэлектроника».
Хладагентом в установке служит жидкий азот, циркулирую-
щий в замкнутой системе, что позволяет регулировать темпера-
туру криоаппликатора в пределах от 0 до —180 °C и поддержи-
вать ее на заданном уровне в течение необходимого времени.
Оптимальные размеры аппликатора для моделирования отмо-
рожений 60X60 мм. Его устанавливают на коже после ее дээпи-
ляции и обработки антисептическим раствором, после включе-
ния установки можно воспроизвести любую стадию холодового
поражения кожных покровов.
Среди моделей гнойно-септических процессов и заболеваний
особое место занимают ожоги. Их воспроизведение у животных
сопряжено с известными трудностями, обусловленными рядом
причин, среди которых две, с нашей точки зрения, занимают ве-
дущее место. Одна из них обусловлена сложностью определения
площади повреждения глубоких слоев кожи и подлежащих тка-
ней, другая — повышенной (по сравнению с человеком) способ-
ностью тканей к регенерации. Поэтому для получения адекват-
ной модели ожога необходимо прежде всего точно дозировать
термическое поражение по длительности экспозиции, температу-
ре аппликатора и площади ожога.
Следует принимать также во внимание, что истинная экспо-
зиция при нанесении ожога всегда более продолжительна, чем
расчетная, так как процесс охлаждения глубоких слоев нагретой
ткани идет медленнее ее разогрева. Так, по данным Е. В. Губ-
123
лера и соавт. (1973), если при ожоге пламенем бензина, напал-
мом, тепловым излучением длительность воздействия на кожу
термического агента составляет 10—15 с, то общая продолжи-
тельность сохранения в тканях температуры выше 50°C составит
1—3 и более минут. Защитной мерой в данном случае может
служить воздух, нагнетаемый в подкожную клетчатку по всей
площади предполагаемого повреждения перед нанесением на
кожу ожога.
Описано большое число способов нанесения ожогового пора-
жения у животных: с помощью паяльной лампы, тепловых и вол-
новых излучателей, горячей воды и пара, путем сжигания на
коже ваты, смоченной бензином и др. Их общий недостаток —
невозможность какой-либо дозировки степени поражения. Боль-
шинство этих моделей создано применительно к мелким лабо-
раторным грызунам, в отдельных работах сообщается об исполь-
зовании с этой целью свиней или кошек. Практика показывает,,
что наиболее близкую по клиническому течению модель можно
получить только на собаках.
Для нанесения ожога у собак чаще всего используют соот-
ветствующие устройства. Е. В. Гублер и соавт. (1973) описывают
несколько образцов таких устройств, позволяющих точно дози-
ровать ожог по площади и времени экспозиции, температуре. Эти
устройства состоят из кожуха, в который помещена фиксирован-
ная керамическим держателем никелиновая спираль. Одна стен-
ка кожуха съемная, имеющая окошко с бортиком, предотвра-
щающим непосредственный контакт кожи со спиралью. В ряде
случаев авторы для нанесения ожога использовали нагрева-
тельный элемент от утюга.
В нашей лаборатории применяют устройство, представляю-
щее собой полую медную пластину с толщиной стенок до 2 мм„
в которую встроена никелиновая спираль, находящаяся в кера-
мической оболочке, предохраняющей ее от соприкосновения со-
стенками пластины. Температура нагрева пластины и длитель-
ность экспозиции в заданных пределах обеспечиваются терморе-
гулятором, включенным в цепь и соединенным с тремя термопа-
рами, помещенными в подкожной клетчатке и подлежащих тка-
нях.
Благодаря этому повышается точность и объективность
измерений. Размеры пластины 200X200 мм, но можно изгото-
вить ее любых размеров и формы.
Перед нанесением ожога кожу тщательно выстригают или
выбривают (не используя депилятории), промывают теплой во-
дой с мылом и просушивают.
Площадь ожога определяют в процентах по отношению ко
всей поверхности тела животного, принимаемой за 100%. Для
ее вычисления пользуются приведенной в работе Е. В. Гублера
и соавт. (1973) видоизмененной формулой Драбкина, предложен-
ной еще в 1927 г.: S = 2,27-W-0,37-L, где S — площадь поверх-
ности тела собаки в см2; W — масса тела в граммах; L — длина
124
головы и туловища от кончика морды до основания хвоста в сан-
тиметрах.
Опыт показывает, что при ожоге площадью 10—20% у собак
развивается легкая форма ожогового шока, более 20%—сред-
няя, более 40% — тяжелая. При ожоге, занимающем свыше 20%
поверхности тела, развиваются гнойно-септические осложнения
и прогрессирующее ожоговое истощение.
Моделирование асептического артрита, эмпиемы плевры, пе-
ритонита осуществляют по той же методике, что и подкожных
абсцессов путем введения дистиллированной воды, скипидара,
формалина и других раздражающих веществ в количестве 0,5—
5 мл.
Дополнительная инъекция на высоте развития воспаления'
200 000 000—500 000 000 микробных тел суточной бульонной куль-
туры стафилококка, стрептококка и других бактерий приводит
к развитию острого гнойного воспаления, весьма близкого по»
своему течению к клиническому.
Моделирование перитонита возможно и путем рассечения
стенки кишки. У наркотизированной собаки вскрывают брюшную
полость, извлекают петлю тонкой кишки или поперечную ободоч-
ную кишку, разрезом в 1—2 см вскрывают ее просвет, погру-
жают кишку в брюшную полость и рану передней брюшной стен-
ки зашивают наглухо. Перитонит развивается через 24—36 ч-
после операции, а на третий день собаки погибают. Аналогичная:
картина наблюдается и при внутрибрюшном введении гное-
родной флоры на высоте асептического воспаления.
Р. Д. Магалашвили (1985) в опытах на крысах моделировал'
спаечный процесс в брюшной полости путем внутрибрюшного<
введения 1 мл диметил сульфоксида. У 80,4% подопытных жи-
вотных спаечный процесс, по данным автора, возникает уже че-
рез 8 ч.
Для моделирования перитонита и межпетлевых абсцессов^
кишечника у крыс A. Onderdonk и соавт. (1974, 1976) вводили в
брюшную полость желатиновые капсулы, заполненные содержи-
мым толстой кишки и сульфатом бария. В ряде случаев эти кап-
сулы заполняли чистыми культурами различных микроорганиз-
мов. Перитонит развивался у всех животных после рассасыва-
ния капсул.
Наряду с введением в полость плевры раздражающих жидко-
стей и микробных культур острая эмпиема может быть вызва-
на и путем обычной торакотомии, но тогда воспроизводимость-
не превышает 15—20%.
Хроническую эмпиему моделировать значительно сложнее.
Ю. М. Лопухин (1971) рекомендует воспроизводить ее в два эта-
па. На I этапе, чтобы для сформирования отграниченной поло-
сти (путем торакотомии или, по нашим данным, проще — перфо-
рировав грудную клетку в области четвертого — пятого межре-
берий скальпелем, корнцангом) вводят в полость плевры полоску
марли. Спустя 3—4 нед (II этап) марлю извлекают и в образо-
125*
вавшуюся полость вводят культуры патогенных микроорганиз
мов. По течению такая отграниченная эмпиема близка к забо
леванию у человека.
Массивные сращения висцеральной и париетальной плевры
могут быть получены при введении в полость плевры стериль-
ного талька: иглой с затупленным концом и внутренним диамет-
ром до 2 мм прокалывают кожу в области четвертого межребе-
рья, сдвигают место вкола на одно межреберье и проводят иглу
в полость плевры; присоединяют шприц или аппарат для нало-
жения пневмоторакса и с их помощью вдувают тальк в плев-
ральный мешок. Адгезивный процесс начинается через 2 нед, а
через 1V2—2 мес уже образуются массивные сращения. На этом
фоне моделируют эмпиему.
Воспалительные заболевания желчного пузыря моделируют
несколькими способами. У интактных собак воспроизвести холе-
цистит почти невозможно, так как введенные в желчный пузырь
инородные тела или микроорганизмы легко элиминируются, по
нашим данным, в течение 24 ч. Поэтому предварительно необхо-
димо либо вызвать застой желчи в пузыре, либо изменить ре-
активность организма, либо нарушить функцию сфинктера об-
щего желчного протока.
Первая группа моделей основана на перевязке пузырного
протока с последующим введением в желчный пузырь каких-
либо инородных тел или патогенных, микроорганизмов. В некото-
рых случаях [Шевченко В. С., 1974] острый холецистит воспро-
изводят сочетанным введением инородных тел и микробных куль-
тур, в частности, стерильного речного песка и 2 млрд суточной
-агаровой культуры стафилококка № 209. По нашим данным, хо-
рошие результаты дает введение гранул полиметилсилоксано-
вого адсорбента, предварительно инкубированных в суточной
бульонной культуре белого стафилококка или синегнойной па-
лочки. В этих условиях острое гнойное воспаление протекает
более активно, у 10—12% животных наблюдается гангрена желч-
ного пузыря, а у 60% —обнаруживаются камни в желчном пу-
зыре.
К сожалению, указанные модели недостаточно физиологич-
ны и соответствуют лишь группе холециститов, наблюдающихся
в клинике при обтурации пузырного или общего желчного про-
тока уже в конечной фазе предсуществовавшего патологическо-
го процесса.
Вторая группа моделей холецистита основана на предвари-
тельном изменении реактивности организма животного путем
нарушения питания, общего охлаждения или воздействия на им-
мунную систему.
Третья группа моделей предусматривает нарушение функ-
ции сфинктера общего желчного протока оперативным путем.
У наркотизированной собаки срединным лапаротомным разре-
зом вскрывают брюшную полость, выводят в рану краниальный
отдел двенадцатиперстной кишки, находят место впадения об-
126
щего желчного протока и выполняют дуоденотомию, отступя от
него на 2—3 см. Затем со стороны слизистой оболочки отыс-
кивают сосочек общего желчного протока и либо канюлируют
его, фиксируя канюлю снаружи лигатурой, либо проводят на
всю длину шелковую нить, также фиксируя ее в протоке атрав-
матическим швом, либо разрушают сосочек общего желчного
протока, выполняя папиллотомию или разрывая его браншами
кровоостанавливающего зажима.
В. А. Иванов и Ю. М. Лопухин (1955) в опытах на кроликах
накладывали на вагосимпатический ствол лигатуру, смоченную
скипидаром, и наблюдали дегенеративные изменения в тканях,
желчного пузыря. Введение на этом фоне в пузырь патогенных
микроорганизмов приводило к возникновению острого гнойного
холецистита. По нашим данным, этот метод вполне применим
и в опытах на собаках.
Моделирование гнойно-воспалительных и дистрофически-де-
структивных поражений костного аппарата у собак наталкива-
ется на существенные трудности, так как быстрая реваскуляри-
зация кости и хорошая дренажная функция костномозговых ла-
кун способствует ускоренной самоликвидации эксперименталь-
ного патологического очага и его репарации. В частности, у со-
бак почти невозможно воспроизвести асептический некроз
головки бедра, с трудом удается добиться развития остеомие-
лита.
Вместе с тем, как показывают результаты эксперименталь-
ных наблюдений, предшествующее развитие дистрофически-де-
структивных процессов в кости создает благоприятный фон для
последующего успешного моделирования гнойных заболеваний.
Поэтому мы приводим в данном разделе описание ряда моделей
асептического некроза и дистрофических изменений в костях.
Наиболее простой способ — деваскуляризация соответствую-
щего участка кости, заключающаяся в пересечении всех прохо-
дящих в мягких тканях питающих регионарных артерий [Краков-
ский Н. И. и др., 1964], дополненном рассечением и удалением
надкостницы. Пересечение только круглой связки бедра, по на-
шим наблюдениям, особенно у взрослых собак, эффекта не дает,
но при этом резко возрастает опасность инфицирования полости
сустава. Ю. М. Лопухин (1971) упоминает о работах авторов
прошлых лет, добивавшихся возникновения очагового асептиче-
ского остеонекроза после эмболизации регионарных артерий
частицами талька, древесного угля и проч.
Благоприятным фоном для моделирования остеомиелита слу-
жит перелом кости. Этот метод описан Н. П. Кравковым еще в
1894 г., вводившим в область перелома кости культуру белого
стафилококка. Наиболее удобно создавать перелом по способу
Э. Я. Дуброва (1973): на соответствующем участке обнажают
кость, в поперечном или косом направлении на глубину до 2 мм
надпиливают кортикальный слой, создавая зону наименьшего'
сопротивления кости дополнительной физической нагрузке; за-
127
хватив этот сегмент кости, ротирующими или изгибающими дви-
жениями производят перелом. Морфологически данная модель
близка к картине перелома, наблюдающейся в клинике. Чтобы
замедлить заживление, перелом сочетают со сдавлением, размоз-
жением, ущемлением седалищного нерва, его перевязкой лига-
турой, смоченной скипидаром.
Г. А. Зедгенидзе (1938) наблюдал выраженные фиброзные
остеодистрофии у крыс после ежемесячного (в течение полуго-
ла) поднадкостничного введения каменноугольной смолы.
В опытах на крысах М. М. Соловьев и соавт. (1983) наблю-
дали возникновение остеомиелита после поднадкостничного (со
стороны слизистой оболочки нижней челюсти) введения 0,1 мл
стандартизированной взвеси суточной культуры золотистого ста-
филококка в количестве 4—6-Ю9 К, ОЕ/мл. Остеомиелит разви-
вался через 3—4 дня у 90—95% подопытных животных: возни-
кали локализованные гнойные абсцессы, содержащие микроб-
ные ассоциации.
Вместе с тем В. Д. Архипов (1971) отмечал развитие остео-
миелита нижней челюсти у собак без дополнительного внесения
микробной культуры. С этой целью собак предварительно сен-
сибилизировали путем пятикратного (с интервалом 5 дней между
инъекциями) подкожного введения 0,5 мл нормальной лошади-
ной сыворотки (на одну инъекцию). Спустя 2 нед после послед-
него введения антигена создавали открытый перелом нижней
челюсти. Инфицирование перелома происходило естественным
путем.
Описанные модели остеомиелита преимущественно созданы
ша мелких лабораторных грызунах [Лазарев Н. В., 1954;
Саркисов Д. С. и Ремезов П. П., 1960; Кошкин В. И. и др., 1970;
Лопухин Ю. М., 1971]. Они основаны на введении непосредст-
венно в костномозговой канал выделенных от больных остеомие-
литом штаммов стафилококка как в нативном виде, так и в сме-
си с костными опилками, ватой, марлей, капроновой губкой, ла-
?нолином и другими инородными телами, депонирующими
микроорганизмы в месте введения; заполнении костномозговой
полости марлей или ватой, смоченной скипидаром или другими
раздражающими веществами; введении культур микроорганиз-
мов в полость перелома; длительном содержании животных на
специальном рационе; предварительной сенсибилизации микроб-
ными культурами, их фильтратами, нормальными сыворотками
с последующим введением разрешающей дозы аллергизирующе-
го агента в костномозговую полость или сочетая ее с травмой
кости (перелом, поколачивание деревянной палочкой и т. д.).
А. Г. Сягайло и А. Е. Носарь (1979) 17 предложили для моде-
лирования остеомиелита у собак вводить в костномозговой ка-
<нал культуры патогенного стафилококка, затем на 15—20 мин
17 Сягайло А. Г., Носарь А. Е. Способ моделирования остеомиели-
та. Авторское свидетельство № 829101, Бюл., № 18, 1981.
428
повышать давление в костномозговом канале до 200—400 мм
вод. ст., герметизировать его и накладывать на эту конечность
давящую гипсовую повязку.
В опытах на кроликах И. Ф. Вечеровский и соавт. (1968) на-
блюдали развитие местного феномена Швартцмана или остео-
миелита после однократного введения в костномозговой канал
0,5 мл фильтрата бульонной культуры Е. coli с последующей
инъекцией в это же место через 20 ч Р/2 мл фильтрата в смеси с
45 000 000 микробных тел суточной культуры золотистого стафи-
лококка.
У собак наиболее удачные модели остеомиелита получают
при заполнении костномозгового канала марлей или костной
стружкой, пропитанными культурой патогенных микроорганиз-
мов или условно-патогенной микрофлорой, особенно выделенной
от соответствующих больных, а также при инфицировании экс-
периментального перелома. По данным А. Я. Веселова и соавт.
(1980), использовавших в опытах на собаках модель остеомие-
лита, разработанную Г. А. Илизаровым и соавт. (1976) 18, инфи-
цирование очага повреждения кости через 2—4 дня после остео-
томии путем введения в остеотомное отверстие 2,5—5-107 мик-
робных тел суточной культуры золотистого стафилококка
приводит к возникновению остеомиелита с типичными рентгено-
логическими и клиническими проявлениями у 100% подопытных
животных.
Весьма приближенную по рентгенологическим признакам и
клинике к остеомиелиту у человека модель разработали
В. И. Стецула и соавт. (1966). Для воспроизведения остеомиели-
та у собак эмболизировали главную питающую артерию плече-
вой кости 10% суспензией древесного угля, взвешенной в 1%
растворе желатина и смешанной с культурой патогенного ста-
филококка из расчета 2 000 000—10 000 000 микробных тел/1 кг
массы тела животного. Инфицированные эмболы приводят к
возникновению инфаркта кости с последующим некрозом, бла-
гоприятствующим размножению микроорганизмов. Авторы ука-
зывают, что если по этой методике создать в одной кости очаг
асептического некроза, а в другой — септический, то остеомие-
лит развивается в обеих костях. Патологический процесс при
этом не имеет наклонности к самоизлечению.
Большую опасность для жизни больного особенно после опе-
раций на сосудах, при развитии гнойно-септических осложнений
представляет аррозивное кровотечение. Оно возникает вследст-
вие дистрофических и деструктивных процессов в стенке сосуда,
формирующихся под воздействием повреждающих факторов
гнойного очага.
Для изучения патогенеза аррозивного кровотечения, разра-
ботки методов его профилактики и лечения в нашей лаборато- 19
19 Илизаров Г. А. и др. Способ моделирования остеомиелита. Автор-
ское свидетельство № 629547, Бюл„ № 39, 1978.
9 Заказ № 418
129
рии В. Г. Тупикин (1975) создал модель: у подопытного живот-
ного в области бедренного треугольника выделяют бедренную
артерию (или вену); выполняют продольную артериотомию или
пересекают сосуд и ушивают отверстие (или накладывают ана-
стомоз конец в конец) ручным атравматическим швом; прово-
дят тщательный гемостаз; вносят в рану 200 000 000—500 000 000
микробных тел суточной культуры белого стафилококка; уши-
вают рану наглухо. Примерно у 60—75% животных на 7—10-й
день после операции возникает аррозивное кровотечение, причем
в стенке сосуда на значительном протяжении выявляются изме-
нения различной степени вплоть до фибриноидного некроза.
При моделировании гнойно-септических поражений у живот-
ных, особенно у собак, следует помнить, что одной из особенно-
стей течения заболевания у них является склонность к генера-
лизации процесса с преимущественным поражением сердца. Эта
тенденция особенно ярко проявляется, если гноеродные микро-
организмы вводят на фоне предшествовавших дистрофических
изменений в очаге нагноения или нарушенной гемодинамики
(рис. 49, 50).
Указанные особенности послужили основанием для создания
многочисленных моделей эндо- и миокардита, правда, главным
образом на лабораторных грызунах. Они детально описаны в ра-
ботах В. Н. Ментовой (1954), Д. С. Саркисова и П. И. Ремезо-
ва (1960). На собаках моделирование эндокардита проводят
реже, но эти модели наиболее близки к эндокардиту у человека.
Чаще всего эндокардит у собак воспроизводят путем внутри-
венного введения убитой стрептококковой вакцины или живой
суточной бульонной культуры стрептококка в дозе 25 000 000 000—
40 000 000 000 микробных тел 3-кратно, с интервалом 3—7 дней
между инъекциями. Однако в таком случае эндокардит возни-
кает не более чем у 10—15% животных. Поэтому перед введе-
нием микроорганизмов либо за 3—4 нед нарушают гемодинами-
ку, для чего на бедренных сосудах обеих конечностей создают
артериовенозные фистулы на протяжении 4—6 см, либо сенсиби-
лизируют животное сывороточными или тканевыми антигенами,
либо, как предлагают С. И. Писарев (1973), создают хронический
очаг раздражения рецепторов глотки, вводя с этой целью на ее
слизистую оболочку 1 мг 2% раствора формалина (по данным
автора, 1 мл 2% раствора формалина составляет дозу, равную
0,007 г/кг массы тела, тогда как токсическая доза равна
0,35 г/кг).
По данным литературы и нашим наблюдениям [Кейсе-
вич Л. В., 1965], в условиях измененной реактивности организма
собаки эндо- и миокардит возникает, как правило, у всех под-
опытных животных.
Указанную особенность реакции организма собаки на воз-
действие микробного фактора следует всегда учитывать, ибо от
острого, подострого или хронического сепсиса погибает до 15%
животных, а у выживших он, естественно, накладывает заметный
130
Рис. 49. Микроабсцесс у основания митрального клапана сердца собаки с
экспериментальным сепсисом.
Окраска гематоксилином и эозином. Х180.
Рис. 50. Разросшаяся соединительная ткань миокарда собаки с эксперимен-
тальным сепсисом.
Окраска гематоксилином и эозином. Х250.
отпечаток на клинико-морфологические проявления основного
заболевания, т. е. на модель.
Вместе с тем повышение эффективности моделирования гной-
но-септических поражений в условиях измененной реактивности
организма животного (воздействие на нервную, иммунную систе-
мы и т. д.) в определенной мере сближает описанные модели с
клиникой, где, как известно, гнойно-септическое осложнение
чаще наблюдаются именно у больных с иммунодефицитами, по-
ниженной общей реактивностью, местными воспалительно-дист-
рофическими изменениями тканей и др. Это дает все основание
широко использовать описанные модели для изучения патогене-
за подобных осложнений у хирургических больных, раневой ин-
фекции и разработки новых методов лечения.
Глава 7
МОДЕЛИРОВАНИЕ НАРУШЕНИЙ СИСТЕМЫ
СВЕРТЫВАНИЯ КРОВИ
Заболевания и осложнения, протекающие с различными нару-
шениями системы гемостаза, с каждым годом приобретают все
больший удельный вес в патологии человека. Число таких боль-
ных возрастает и в хирургической клинике, что связано не толь-
ко с некоторыми изменениями структуры заболеваемости, улуч-
шением диагностики, но также и с расширением объема опера-
тивных вмешательств, повышением их травматичности, нараста-
нием числа гнойно-септических осложнений, особенно вызванных
условно-патогенной грамотрицательной микрофлорой. Опреде-
ленную роль в этом процессе играет аллергизация населения под
влиянием весьма многочисленных эндо- и экзогенных факторов.
Поэтому изучение патогенеза подобных заболеваний и осложне-
ний в условиях эксперимента представляется актуальным для
практической медицины.
Нарушения системы гемостаза в клинике протекают в виде
тромбозов, эмболий, геморрагических диатезов и диссеминиро-
ванного внутрисосудистого свертывания (ДВС) крови. В их ос-
нове лежит замедление тока крови, изменение свойств эндотелия
сосудов и изменение свойств крови. В последние десятилетия
работы Б. А. Кудряшова (1975) показали, что поддержание жид-
кого состояния крови в сосудах обеспечивается двумя система-
ми — свертывающей и противосвертывающей, находящимися
между собой в динамическом равновесии благодаря взаимодей-
ствию тромбоцитарного аппарата, плазменных факторов и ком-
понентов сосудистой стенки. По мнению О. К. Гаврилова (1981),
сохранение жидкого состояния вторичной среды организма (кро-
132
ви) обеспечивает сложная функциональная система регуляции
агрегатного состояния крови — система РАСК.
Нарушение взаимодействия всех многочисленных компонен-
тов этой сложной системы с преимущественным угнетением про-
тивосвертывающей системы возникает при воспалении, разви-
тии реакции на антиген (как с клиническими проявлениями ги-
перчувствительности, так и без них), травмах, интоксикациях,
массивных кровопотерях и др. Это обусловливает и основные
принципы моделирования нарушений гемостаза. В принципе,
острое нарушение кровотока в сосуде можно получить, накла-
дывая на него зажим или лигатуру. Классическим примером та-
кого способа моделирования служит методика, описанная в док-
торской диссертации Н. И. Пирогова, где он детально рассмат-
ривает последствия перевязки брюшной аорты в опытах на жи-
вотных.
Следует, однако, подчеркнуть, что этот метод пригоден лишь
для получения модели ишемического повреждения тканей при
нарушении магистрального кровотока. Тромбоз в таких случаях
не наступает и, если зажим или лигатура будут сняты в течение
нескольких минут и часов, кровоток восстанавливается, если же
сосуд был перевязан несколько дней, его просвет облитери-
руется. ,
Описано большое число моделей острого, особенно венозно-
го тромбоза. С целью получения тромба сосуд сначала лиги-
руют, затем в его просвет дистальнее лигатуры вводят в различ-
ных концентрациях и количествах: полуторахлористое железо,
раствор Люголя, скипидар, формалин, фенол, тромбин, концен-
трированные солевые растворы и т. д. G большим постоянством
тромбы возникают при травмировании стенки сосуда, воздейст-
вии на него электрическим током и другими повреждающими
агентами, введении в сосуд инородных тел.
Во всех случаях в зависимости от концентрации вводимого
вещества, продолжительности и силы воздействия возникают
либо строго локализованные, либо распространяющиеся в боко-
вые ответвления тромбы, образование которых сопровождается
соответствующими клиническими и морфологическими призна-
ками.
Если необходимо получить инфицированный тромб, после
его образования непосредственно в толщу тромба или околосо-
судистую клетчатку вводят культуру патогенного стафилококка
в количестве 50 000 000—200 000 000 микробных тел.
Описанные модели не лишены недостатков. Основными среди
них, с нашей точки зрения, являются два: невозможность стан-
дартизации процесса, что очень важно для разработки новых
тромболитических препаратов, и необходимость наложения про-
ксимальной лигатуры, препятствующей миграции тромба при
флеботромбозе, но вместе с тем нарушающей кровоток по со-
суду.
Устранить первый недостаток при современном уровне зна-
1 за
ний о механизмах тромбообразования практически невозможно,
хотя описаны модели, авторы которых пытались каким-то обра-
зом управлять процессом тромбообразования.
Так, С. В. Андреев и соавт. (1973) предложили электролити-
ческую методику получения стандартных тромбов у крыс и кро-
ликов: выделяют и вскрывают яремную вену, в ее просвет вво-
дят инъекционную иглу диаметром 0,33 мм со специальным
изгибом, позволяющим продвинуть ее по сосуду на глубину до
10 мм; соединяют неактивный электрод (свинцовая пластинка
площадью 40 мм2, фиксированная на задней лапе после выстри-
гания шерсти и смачивания изотоническим раствором хлорида
натрия) с катодом, активный — с анодом; подключают на 7 мин
электроток силой 2 мА, напряжением 300 В (в опытах на кры-
сах) или на 20 мин при токе силой 4 мА, напряжением 300 В (в
опытах на кроликах).
Начало тромбообразования отмечалось на 5-й минуте у крыс
и на 7-й — у кроликов от начала прохождения тока, после чего
животное оставляют в покое на 30 мин для завершения процес-
са. При изменениях указанных параметров образования тромба
не наступает или наблюдается ожог эритроцитов. Авторы уста-
новили, что в этих условиях эксперимента у крыс образуются
тромбы массой 6—7 мг, длиной 6—10 мм при диаметре 0,8—
1 мм, а у кроликов — соответственно 230 мг, 23 и 3 мм при ста-
тистически недостоверных отклонениях от этих величин у разных
животных.
Аналогичную методику получения стандартных артериаль-
ных тромбов предложил R. Bourgeun и соавт. (1975) в опытах
на собаках. В этом случае электроток пропускают через мезен-
териальную артерию, вследствие чего повреждаются эндотели-
альные клетки, частично обнажается базальная мембрана; на
этих участках оседают тромбоциты, инициирующие дальнейший
процесс образования тромба с преимущественным содержанием
тромбоцитов при минимальном количестве нитей фибрина и лей-
коцитов.
В опытах на карликовых свиньях К. Sedlarik (1981) следую-
щим образом воспроизводил острый артериальный тромбоз:
под контролем рентгентелевизора в артерию селективно вводят
катетер, внутри которого расположен электрод; соединяют этот
электрод с источником тока; через катетер вводят 1 мл норадре-
налина или 2,5 мл ангиотензина для спазмирования сосудов;
приводят электрод в соприкосновение с эндотелием артерии, на
10 мин включают ток силой в 800 мкА и одновременно вводят
10 мл аутовенозной крови. Тромбоз возникает в момент введе-
ния аутокрови.
Мы указывали, что при моделировании флеботромбоза прок-
симальная лигатура предотвращает центростремительную миг-
рацию тромба со всеми вытекающими отсюда последствиями.
Для устранения этого недостатка Б. Н. Зырянов и соавт. (1972),
С. В. Андреев и соавт. (1973) разработали сходные в общих чер-
134
тах методики моделирования острого флеботромбоза у собак,
позволяющие частично восстановить и сохранить просвет вены
проксимальнее образованного тромба: у подопытного животного
выделяют бедренную вену; накладывают на нее провизорные ли-
гатуры и турникеты на впадающие в нее сосуды; между лига-
турами в просвет вены вводят 50 ЕД тромбина, растворенного
в 1 мл изотонического раствора хлорида натрия и подогретого до
+ 37 °C; место прокола прижимают марлевым тампоном; спустя
5—10 мин, когда уже образовался тромб, удаляют тампон, тур-
никеты и дистальную лигатуру; ослабляют проксимальную лига-
туру, восстанавливая на 50—70% первоначальный диаметр со-
суда; концы лигатуры либо оставляют в ране, либо (что менее
целесообразно, так как лигатура служит в таком случае источ-
ником инфицирования) выводят на кожу и после ушивания раны
завязывают на марлевом тампоне. Тромбы образуются в 80—
90% случаев.
В нашей лаборатории И. И. Сухарев и соавт. (1975) разра-
ботали более физиологичный способ воспроизведения острого
венозного тромбоза у собак, отличающийся тем, что вместо на-
ложения проксимальной лигатуры синтетической или шелковой
нитью 4—0 на атравматической игле накладывают 2—3 V-образ-
ных фильтра, препятствующих миграции тромба, но не нару-
шающих кровоток и сохраняющих первоначальный диаметр со-
суда. В этих условиях образование тромба наблюдается у 100%
подопытных животных, причем тромб полностью обтурирует
просвет вены.
Травматические методы моделирования тромбоза основаны
на том, что при нанесении травмы обязательно повреждается
эндотелий сосуда, именно на этих участках формируются очаги
образования и прикрепления тромба. Наиболее простой способ:
выделенный из окружающих тканей сосуд распластывают на ка-
ком-либо плоском металлическом предмете, а другим предме-
том наносят до 30 ударов по сосуду, стараясь не нарушить це-
лости его стенки. В эту же группу методик можно отнести мо-
делирование тромбоза путем электрического, термического или
химического ожога стенки сосуда.
Большая группа методов сопряжена с. введением в просвет
сосуда какого-либо инородного тела, в частности кусочка ткани,
шелковых нитей, пропитанных предварительно кровью и высу-
шенных и т. д. С большим постоянством тромбы образуются,
если сначала рассечь стенку сосуда на протяжении 1—1]/2 см, а
затем ушить рану атравматическим швом так, чтобы адвентиция
ввернулась в просвет сосуда, т. е. неправильно наложить сосу-
дистый шов.
Стремясь использовать достоинства методов обеих групп и
уменьшить недостатки, Л. И. Попова (1074) разработала ориги-
нальный комбинированный способ воспроизведения острого
тромбоза: у подопытной собаки выделяют из окружающих тка-
ней на протяжении 5—6 см бедренную артерию, стремясь со-
135
хранить ее боковые ответвления; в одну из этих мелких веточек,
отходящих дистальнее глубокой артерии бедра, вводят распрям-
ленную танталовую скрепку от сосудосшивающего аппарата,
проводят ее в бедренную артерию и острым концом повреждают
эндотелий, сохраняя средний слой и адвентицию; через это же
отверстие в просвет артерии дополнительно вводят шелковую
нить и закрепляют ее снаружи вместе со скрепкой; после тща-
тельного гемостаза рану зашивают наглухо. По данным автора,
у 10 из 15 подопытных собак образовался обтурирующий тромб,
а у 5 — пристеночный.
Как следует из вышеизложенного, моделирование острого ве-
нозного или артериального тромбоза хирургическими методами
особых затруднений не вызывает. Значительно сложнее воспро-
извести процесс постепенного развития тромба и окклюзии со-
суда, как наблюдается в клинике.
Не касаясь иммунологических методов моделирования подоб-
ной патологии, изложенных в следующей главе, отметим только,
что до настоящего времени удовлетворительной модели неиммун-
ного генеза не создано, хотя и в этой области эксперименталь-
ной хирургии первые попытки относятся еще ко временам
Н. И. Пирогова. В частности, в его докторской диссертации опи-
саны специальная методика постепенного пережатия брюшной
аорты и устройство, сконструированное с этой целью.
Предложенные в последние годы различные зажимы, кольца,
надувные манжеты и баллоны, в сущности, повторяют на совре-
менном уровне методику Н. И. Пирогова и не вносят в пробле-
му принципиально новых элементов.
Все эти методы основаны на том, что нужный кровеносный
сосуд выделяют из окружающих тканей оперативным путем, за-
тем на него надевают отрезок эластичной трубки, спираль, клем-
му, разъемное кольцо и т. д., суживающее просвет сосуда до
запланированного диаметра, либо одномоментно, либо в несколь-
ко этапов, используя постепенно сжимающие сосуд закрутки
(типа предложенной Н. И. Пироговым), скользящие лигатуры,
надувные манжеты и тому подобные устройства, сдавливающие
сосуд снаружи.
Рассматривая одну группу методов, следует подчеркнуть,
что они не позволяют изучить начальную фазу изменений в ча-
стично ишемизированном или находящемся в условиях застой-
ной венозной гиперемии органе. Кроме того, для достижения
успеха необходимо в предварительных экспериментах определить
допустимую и эффективную степень сужения, ибо при недоста-
точном сужении изменений в органах не возникает, что ведет к
ошибочному заключению, а следствием слишком резкого стено-
зирования является гибель животного из-за обширных ишеми-
ческих повреждений.
Так, при разработке модели абдоминально-ишемического
синдрома в нашей лаборатории В. М. Копчак (1980) установил,
что сужение основного ствола чревной артерии на 50% не при-
136
водит к заметным изменениям структуры и функции органов
пищеварения, печени и селезенки. Сужение этой артерии на 75%
и более сопровождается гибелью животного на 2—3-й день пос-
ле операции из-за острой ишемии этих органов и перитонита.
В то же время сужение просвета чревной артерии на 50—75%
закономерно приводит к развитию абдоминально-ишемического
синдрома с типичными морфологическими и функциональными
нарушениями в органах.
Методика воспроизведения абдоминально-ишемического син-
дрома заключается в следующем.
У собаки, находящейся под наркозом, срединным лапаротомным разрезом
вскрывают брюшную полость. Кишечник отводят вверх и вправо. Из окружа-
ющих тканей выделяют чревную артерию на протяжении от брюшной аорты
до отхождения левой желудочной артерии. Измеряют наружный диаметр ар-
терии и у самого ее корня накладывают суживающую клемму, подобранную с
таким расчетом, чтобы диаметр артерии уменьшить примерно на 60—70%.
Объективным показателем достаточности сужения служит появление отчетли-
вого систолического дрожания при пальпации артерии проксимальнее клеммы.
После тщательного гемостаза рану передней брюшной стенки послойно заши-
вают наглухо.
Морфологические изменения в поджелудочной железе, пече-
ни, двенадцатиперстной кишке, желудке и селезенке обнаружи-
ваются спустя 3 нед после операции, они проявляют отчетливую
тенденцию к нарастанию по мере увеличения срока наблюдения.
Воспроизводимость модели составляет 100%. Ее недостаток со-
стоит в том, что уменьшение объемного кровотока в чревной ар-
терии и хроническая ишемия соответствующих органов возни-
кают остро, а не постепенно, как это наблюдается у больных, но
в дальнейшем все остальные клинико-морфологические проявле-
ния патологического процесса в эксперименте соответствуют
тому, что происходит в клинике.
Данная методика вполне применима и для моделирования
хронической ишемии вследствие уменьшения объемного крово-
тока других органов и систем. При этом следует помнить, что
интраорганные артериальные анастомозы некоторых органов,
например поджелудочной железы, двенадцатиперстной кишки и
других, существуют лишь на уровне сосудов гемомикроциркуля-
торного звена и даже при наличии дополнительных источников
кровоснабжения не могут компенсировать недостаток артериаль-
ного притока. Как правило, это обусловлено особенностями эм-
бриогенеза соответствующего органа и происхождением его
отдельных частей из разных зачатков.
В то же время сосуды венозной интраорганной системы ши-
роко анастомозируют между собой на всех уровнях независимо
от особенностей эмбрионального развития органа. В результате
при редукции артериального кровотока создаются условия для
возникновения на ишемизированном участке застойной веноз-
ной гиперемии, усугубляющей течение патологического процесса
из-за местного повышения концентрации биологически активных
веществ.
137
Рис. 51. Методика сужения ворот-
ной вены по Боровицкому и Крив-
чику.
Способы, основанные на
применении устройств посте-
пенно стенозирующих сосуд,
т. е. имитирующие развитие
тромба, растянутое во време-
ни, более сложны в техничес-
ком плане, но, естественно, по-
зволяют получить модели не-
достаточности кровотока, бо-
лее близкие к реальным усло-
виям клиники. Типична в этом
плане методика А. Ю. Боро-
вицкого и А. А. Кривчика
(1973) воспроизведения хрони-
ческого нарушения кровотока
в системе воротной или полой
вен.
Из тонкого листка малоэластич-
ной резины выкраивают манжету
площадью 20X90 мм, на одном ее
конце укрепляют резиновый надув-
ной баллончик, соединенный через
катетер с воздуховодом; на другом конце манжеты делают несколько от-
верстий для фиксирующей лигатуры; у наркотизированной собаки выделяют
воротную вену, накладывают на нее манжету, так чтобы надувной баллон-
чик соприкасался с веной; через фистульную трубку, укрепленную на перед-
ней брюшной стенке, катетер с воздуховодом выводят наружу и послойно
зашивают лапаротомную рану; соединяют воздуховод с манометром и рези-
новой грушей, позволяющей под давлением нагнетать воздух в баллончик
(рис. 51). Раздувая последний, можно полностью или частично, на любой срок
нарушать кровоток по воротной вене,- моделируя тем самым последствия
нарушения ее функции.
Аналогичным образом предложенную манжету можно фикси-
ровать на любой магистральной вене, доступной для выделения
оперативным путем. Недостатки метода: неизбежное присоеди-
нение восходящей инфекции, а также необходимость содержа-
ния подопытного животного в специальном станке.
Кроме того, как указывают и сами авторы, постоянное при-
сутствие на сосуде инородного тела ведет к возникновению асеп-
тического (в лучшем случае) воспаления с последующим разви-
тием соединительной ткани, постепенно сдавливающей сосуд
вплоть до полного закрытия его просвета. При отсутствии ин-
фекции это осложнение вполне можно использовать для изуче-
ния динамики развития коллатерального кровообращения, в
частности, при внепеченочном блоке.
В последние годы клиническая хирургия обогатилась эффек-
тивным методом остановки паренхиматозных кровотечений, ле-
чения сосудистых аневризм, искусственной ишемизации новооб-
разований и другой патологии — методом эмболизации. В пато-
физиологическом плане метод аналогичен перевязке сосудов.
138
Его суть: после пункции бедренной или плечевой артерии через
катетер для селективной ангиографии в просвет соответствую-
щего сосуда вводят обтурирующий просвет эмбол. В качестве
эмболов используют самые разнообразные материалы — от сгу-
стка аутокрови с добавлением тромбина до микросфер из поли-
мерных синтетических материалов или медицинского клея. Кли-
нические результаты метода эмболизации в клинике рассмот-
рены в обзоре И. X. Рабкина и соавт. (1979).
Этот метод наряду со многими преимуществами перед опе-
ративным вмешательством не лишен недостатков, основным из
которых является возможность миграции эмбола уже в момент
введения с током крови в другие органы, а также необходимость
проведения в отдельных случаях суперселективной катетериза-
ции интраорганных сосудов, ибо микросферы, естественно, обту-
рируют лишь сосуды, равные им по внутреннему диаметру.
Именно этот недостаток метода эмболизации представляет ин-
терес для экспериментальной хирургии, ибо позволяет изучать
функциональную полноценность внутриорганных межартериаль-
ных анастомозов, развитие окольного кровообращения и послед-
ствия ишемического инфаркта на внутриорганном уровне.
Ценность метода заключается и в том, что желаемый резуль-
тат может быть достигнут фактически без сложного оператив-
ного вмешательства, хотя для его осуществления требуется соот-
ветствующая рентгенологическая аппаратура.
В качестве примера приводим описание модели острого
тромбоза легочной артерии, созданной П. Н. Мазаевым и со-
авт. (1973). У кроликов вскрывают подкожную шейную вену и
вводят в нее 0,5—0,8 мл кровяных сгустков или 2—4 синтетиче-
ских рентгеноконтрастных эмбола. Оттуда, нагнетая в вену
шприцем изотонический раствор хлорида натрия, тромбы про-
двигают в краниальную полую вену, откуда они попадают с то-
ком крови преимущественно в левую нижнедолевую легочную
артерию. В 50% случаев наблюдается двусторонний тромбоз.
У выживших животных возникает острое легочное сердце и они
погибают в сроки до 2 нед после операции.
В нашей лаборатории с помощью метода эмболизации полу-
чены модели инфаркта миокарда, почки, печени, селезенки при
строго дозированном объеме повреждения. Использование для
эмболизации микросфер из углеродистых соединений с пористой
поверхностью позволяет иммобилизовать на них практически
любое вещество и создать его локальную повышенную концен-
трацию в месте оседания микросфер.
Одной из эффективных модификаций метода эмболизации
служит применение с целью окклюзии кровеносного сосуда ка-
тетера Фогарти, широко используемого в сосудистой хирургии
для удаления тромбов из магистральных кровеносных сосудов.
В. М. Кошкин и соавт. (1975), И, И, Затевахин и соавт. (1976),
удлинив манжету катетера до 3 см, осуществили с его помощью
окклюзию терминального отдела брюшной аорты и исследовали
139
Рис. 52. Моделирование тромбоза и искусственного тромба по А. И. Хома-
зюку. Схема.
Объяснения в тексте.
на этом фоне функциональное состояние сердечно-сосудистой
системы. В нашей лаборатории В. Н. Короткий и Б. С. Полин-
кевич разработали модель синдрома Бадда — Киари, воспроиз-
водимую по такой методике.
Путем пункции бедренной вены в полую вену до уровня ©падения печеноч-
ных вен вводят катетер Фогарти; фиксируют его под кожей бедра лигатурой,
охватывающей бедренную вену; ежедневно в течение 7—10 дней постепенно
раздувают манжету катетера вплоть до полной окклюзии просвета полой вены
в области впадения печеночных вен. Выведенный под кожу свободный конец
катетера закрывают специальным обтуратором.
К этой же группе методов можно отнести способ, разрабо-
танный А. И. Хомазюком и соавт. (1974) и сочетающий опера-
тивный доступ к сосуду, селективную катетеризацию и эмболи-
зацию искусственным тромбом, имеющим сквозной канал
(рис. 52).
Готовят металлическую или пластмассовую модель тромба с внутренним
сквозным каналом диаметром 2,5—3 мм. Его насаживают на полиэтиленовый
катетер (длиной 350 мм и наружным диаметром 3—4 мм) с жестким мандре-
ном, изогнутым на конце под углом 130—140°. У собаки под наркозом выде-
ляют левую подключичную или сонную артерию, вскрывают ее и вводят кате-
тер с «тромбом», заполнив его предварительно изотоническим раствором хло-
рида натрия с гепарином. Продвигают всю конструкцию по аорте в дистальном
направлении до места отхождения чревной, краниальной брыжеечной или по-
чечной артерий, вводят в них «тромб», сбрасывают его с помощью мандрена,
удаляют катетер и ушивают отверстие в артерии. Этот каркас сначала лишь
стенозирует артерию, а через несколько часов его центральный канал посте-
пенно окклюзируется формирующимся на каркасе тромбом. Если диаметр цен-
трального канала в этом каркасе равен 0,5 мм, то тромбоз наступает сразу же
после его введения в сосуд.
Более близки к реальной клинической картине постепенно
нарастающего тромбоза кровеносного сосуда модели, полученные
140
Рис. 53. Спираль без тромбогенного покрытия в аорте собаки через 1 мео
после операции.
с помощью так называемых спиралей С. Gianturko (1975) и
S. Wallance (1976). Их прообразом была двухвитковая спираль
из магния или магний-алюминиевого сплава, предложенная
Р. Stone, V. Lord (1951), которую они оперативным путем вводи-
ли в просвет брюшной аорты, устанавливая в области трифур-
кации.
Применяющаяся в клинике при циррозе печени, при другой
патологии спираль С. Gianturko представляет собой тонкую ме-
таллическую спираль диаметром до 1!/2 мм с пучком шерстинок
на конце, надетую на металлический проводник, пропущенный
через пластмассовый катетер. Устройство вводят в артерию по
Сельдингеру, продвигают до нужного уровня в соответствующем
сосуде и медленно удаляют металлический проводник. При этом
спираль упирается в край катетера и соскальзывает с него, об-
разуя вторичные витки диаметром до 20 мм, прижимающие ее
к стенкам сосуда. На шерстинках, а затем и на самой спирали
постепенно оседают форменные элементы крови, выпадают нити
фибрина и образуется тромб, постепенно частично или полностью
обтурирующий просвет артерии.
Метод испытан в опытах на собаках в нашей лаборатории при
участии Л. Ф. Никишина. Наблюдения показали, что таким спо-
собом вполне можно моделировать не только хроническую арте-
риальную ишемию, но и (рис. 53) хронический венозный тром-
141
боз. В таком случае'чтобы предотвратить центроетрёмител^Нукэ
миграцию спирали, к одному из ее концов привязывают тонкую»
нить, выводят ее наружу через пункционное отверстие в Сосуде
и фиксируют к прилегающим мягким тканям. Ускорить Лроцесс
тромбообразования можно, если предварительно смочить спираль
раствором тромбина. Для введения спирали в воротную вену или
в какую-нибудь из входящих в ее систему вен лапаротомным раз-
резом вскрывают брюшную полость и спираль вводят в нужный
сосуд через одну из брыжеечных вен.
Метод технически прост, позволяет моделировать патологи-
ческий процесс без оперативного вмешательства (за редким ис-
ключением), не дает осложнений, воспроизводимость достигает
95%.
Клинические наблюдения последних лет свидетельствуют о
том, что наряду с тромбоэмболией в патогенезе осложнений»
отмечающихся в послеоперационном периоде или у коопериро-
ванных больных в хирургических отделениях, большой удельный
вес занимает ДВС, хотя диагностируют его не столь уж часто.
В обзорной статье М. И. Титовой и М. Я. Авруцкого (1981) это-
му осложнению дают следующее, с нашей точки зрения вполне
исчерпывающее определение: «Диссеминированное внутрисосу-
дистое свертывание крови является особым типом нарушения
свертывающей системы крови, когда при избытке тромбина в
кровотоке трансформация фибриногена в фибрин прерывается на
стадии растворимого фибрин-мономера, и образование сгустков
происходит на уровне капилляра».
Этот вид свертывания крови отличается от тромбоза, для ко-
торого характерно появление сгустков фибрина, заполняющих
просвет сосудов крупного и среднего калибра, устойчивых к
действию плазмина. Одна из основоположников учения о ДВС»
М. С. Мачабели (1962), предлагая обозначать это явление тер-
мином «тромбогеморрагический синдром», считает, что ДВС это
универсальное общебиологическое и общепатологическое неспе-
цифическое явление запредельной активации способности к свер-
тыванию циркулирующих систем, клеточных и межклеточных
структур с прямыми и косвенными признаками расслоения.
ДВС различной степени наблюдается при различных заболе-
ваниях, в том числе при травматическом шоке, оперативных
вмешательствах, массивных гемотрансфузиях, активации иммун-
ных реакций (например, при пересадке органов, генерализован-
ном феномене Швартцмана, гнойно-септических заболеваниях
и т. д.
Моделирование ДВС особых трудностей не вызывает: доста-
точно ввести в сосудистое русло подопытного животного массив-
ную дозу тромбина, водно-солевого экстракта скелетных мышц„
микробных тел (или их фильтрата) грамотрицательных бакте-
рий. Н. А. Федоров и соавт. (1978) предложили такой способ мо-
делирования ДВС: у собаки под наркозом вызывают острую кро-
вопотерю из расчета 40—50 мл крови/кг; на фоне этой кровопо-
142
терц переливают свежезаготовленную плазму крови 3 собак-до-
норбв, содержащую взвесь тромбоцитов (120—140 млн/кг) и
лейкоцитов (2 млн/кг), в объеме, равном 150% от кровопотери в
течение 20—25 мин, причем не менее 50% этого количества
плазмьА вливают струйно.
У всфс подопытных животных возникают петехии на коже,
одышка, судороги, выражение нарушения свертывающей и про-
тивосвертывающей систем крови, а у половины из них — массив-
ные кровотечения. Большинство собак погибает.
Как было отмечено, ДВС, как правило, возникает при синд-
роме длительного раздавливания (СДР) и травматическом шоке
с кровопотерей. Поэтому моделирование подобных патологиче-
ских процессов представляет большой интерес. Описано несколь-
ко таких моделей. М. Э. Комахидзе и соавт. (1973) приводят
способ, разработанный в лаборатории патофизиологии Военно-
медицинской академии им. С. М. Кирова: на бедро наркотизиро-
ванной собаки накладывают специальные тиски, представляю-
щие собой две стальные пластины площадью по 160 см2 каждая.
Верхняя пластина имеет специальную вырезку для кости, сни-
жающую опасность травмирования при стягивании пластин бол-
тами. Их сжимают так, чтобы мягкие ткани сплющивались до
толщины 1V2—2 см. Пр идлительности сдавления 5 ч у живот-
ных возникает СДР средней тяжести.
По методу, предложенному Ю. В. Кипренским (1975), травма-
тический шок, сопровождающийся кровопотерей в объеме 3—
13 мл/кг, моделируют путем циркулярной ампутации бедра
у собак, находящихся в состоянии миорелаксации листеноном
при минимальном обезболивании.
Ю. М. Лопухин и соавт. (1984) моделировали у собак Типич-
ный СДР путем сдавления бедра специальным прессом при уси-
лии 5,5 кг/см2 на протяжении 6 ч.
Одним из вариантов ДВС является синдром Уотерхауса —
Фридериксена, проявляющийся наряду с изменением состояния
свертывающей системы крови острым геморрагическим некрозом
надпочечника. S. Szabo и соавт. (1976) разработали модель этой
патологии на крысах. Она воспроизводится путем внутривен-
ного введения акрилонитрила в дозе 200 мг/100 г. Заболевание
развивается через 1—2 ч, а спустя 3—4 ч 90—100% животных
погибает от двусторонней апоплексии надпочечников и ДВС.
В заключение следует отметить, что формированием тромбо-
эмболических осложнений и феномена ДВС роль системы гемо-
стаза в патологии не ограничивается. В той или иной форме
кровь, ее жидкая часть, форменные элементы и факторы свер-
тывания участвуют в процессах воспаления (как обязательная
составляющая), в реализации реакций иммунитета, развитии
гиперчувствительности, иммунопатологических процессов и т. д.
Объясняется это прежде всего общностью фило- и онтогенети-
ческого происхождения крови и ее компонентов, клеточных форм,
принимающих участие в развитии воспаления, и органов имму*
143
нитета, происходящих из мезенхимального зачатка. Поэтому и
модели воспаления, нарушения свертывания крови, иммунопа-
тологических проявлений и заболеваний различных органов тес-
но связаны между собой. /
_______________________________________
Г л а в а 8 /
ОСНОВНЫЕ ПРИНЦИПЫ МОДЕЛИРОВАНИЯ
ПАТОЛОГИЧЕСКИХ ПРОЦЕССОВ
С ИСПОЛЬЗОВАНИЕМ ИММУНОЛОГИЧЕСКИХ РЕАКЦИЙ
Академик Н. Д. Стражеско (1936) в одном из своих выступ-
лений сказал: «В настоящее время медицина увлечена, а меди-
цинские умы порабощены аллергией. Если проследить всю ли-
тературу, касавшуюся аллергии, и постараться составить реестр
всех заболеваний, которые тот или другой автор в то или другое
время старался объяснить с точки зрения современного учения
об аллергии, то, пожалуй, среди болезней теперь не остается ни
одной патологической формы, которая не приписывалась бы ал-
лергии» 19.
В какой-то мере это высказывание сохранило актуальность
до наших дней, ибо роль иммунопатологических процессов в па-
тогенезе ряда заболеваний и механизмы их формирования пол-
ностью еще не раскрыты и в некоторых случаях им отводят
ведущее место в патологии без достаточных на то оснований.
Тем не менее наличие иммунопатологического компонента в
клинической картине хирургических заболеваний органов пище-
варения, сердца и сосудов, легких, почек, других органов и си-
стем сомнений не вызывает и требует проведения детальных
исследований в эксперименте и клинике. Естественно, иммунопа-
тологические реакции у животных по условиям возникновения,
особенностям течения и исходу отличаются от таковых у чело-
века, но общность фундаментальных закономерностей их возник-
новения и развития все же позволяет создавать модели заболе-
ваний с их участием.
При моделировании заболеваний с участием иммунного ком-
понента следует прежде всего учитывать различную видовую
чувствительность лабораторных животных к воздействию антиге-
нов. Наиболее чувствительна морская свинка, затем следует кро-
лик и только на третьем месте — собака.
Иллюстрацией к сказанному могут служить данные
Н. П. Кравкова (1894) о результатах моделирования амилоидоза
у животных разных видов. Автор установил, что систематическое
19 Ц и т. л о Крук И. Н. Является ли обоснованным объединение пато-
генеза хирургических заболеваний аллергией. — Клин. хир., 1972, № 4, с. 7L
144
введение кроликам 3-суточной бульонной культуры Staphylococ-
cus aureus постепенно снижает иммунологическую реактивность
животных, на этом фоне у них происходит амилоидное перерож-
дение соединительнотканных элементов стенки кровеносных со-
судов. В то же время у собак моделирование амилоидоза этим!
и другими методами не удается.
Как показали Б. А. Егоров (1937) и М. Л. Гершанович (1954) т.
при моделировании, например, анафилактического шока морские:
свинки погцбают в 90% случаев, тогда как у собак после вве-
дения сопоставимых доз белка он принимает затяжное течение,
причем погибает лишь 25—30% животных. Это и предопредели-
ло то весьма существенное обстоятельство, что в эксперимен-
тальной иммунологии используют главным образом мелких ла-
бораторных грызунов.
Принципиальные основы воспроизведения иммунопатологи-
ческих реакций во всех случаях одинаковы: первичный контакт
с сенсибилизирующим агентом, наличие скрытого периода взаи-
модействия организма и антигена, повторное (повторные) вве-
дения того же или другого вещества, обладающего свойствами
антигена. Вариации в дозах, кратности и путях введения, в со-
четаниях сенсибилизирующих агентов и т. д. в пределах указан-
ной схемы и создают известное разнообразие реакций гиперчув-
ствительности с присущими им клиническими проявлениями №
морфологическими признаками, служащими объектом изучениям
вот уже более ста лет.
Современные представления о механизмах развития иммуно-
патологических реакций рассмотрены в монографиях А. Д. Адо
(1970) и Р. В. Петрова (1981, 1982).
Типичной моделью реакции гиперчувствительности служит
анафилактический шок. У собак его воспроизводят двумя спосо-
бами: 1) под кожу вводят лошадиную сыворотку из расчета-
0,5 мл/кг, через 3—5 дней такую же дозу лошадиной сыворотка
вводят внутривенно; 2) лошадиную сыворотку в количестве 0,3—
0,5 мл вводят внутривенно 2—3 раза с интервалом 2—3 дня меж-
ду инъекциями, а спустя 18—21 день после последней инъекции*
внутривенно вводят 1 мл лошадиной сыворотки в качестве раз-
решающей дозы.
Следующей иммунопатологической реакцией, представляю-
щей интерес для экспериментальной хирургии, является феномен
Артюса. Он занимает, как известно, промежуточное положение
между реакциями гиперчувствительности немедленного и замед-
ленного типа и представляет собой острую некротическую реак-
цию на месте внутрикожной инъекции разрешающей дозы анти-
гена у предварительно сенсибилизированного животного, в сы-
воротке которого содержатся преципитирующие антитела к дан-
ному антигену. Существуют активная и пассивная формы этой
реакции.
Для воспроизведения активной реакции Артюса животное,,
чаще всего кролика, реже — собаку, сенсибилизируют много-
10 Заказ № 418 145,
кратным подкожным введением какого-либо антигена, после че-
го вводят разрешающую дозу того же антигена, содержащую
примерно в 10 раз меньшее количество белка, чем вводившееся
ранее в одной инъекции в процессе сенсибилизации. В/резуль-
тате на месте введения разрешающей дозы образуется очаг вос-
паления, возникают микротромбы в сосудах гемомикроцирку-
ляторного звена, отмечается лимфоидно-макрофагальная реакция
на фоне пролиферации клеток соединительной ткани, затем по-
являются очаги фибриноидного некроза, начинающегося с по-
ражения стенок сосудов микроциркуляторного русла. По данным
нашей лаборатории, активный феномен Артюса возникает на
коже примерно у 15—20% собак в процессе иммунизации тка-
невыми антигенами при моделировании заболеваний органов
пищеварения, причем разрешающей, вероятно, служит третья
инъекция, содержащая в два раза больше белка, чем в первой
порции.
В целом активную реакцию Артюса можно использовать
для моделирования очаговой патологии в любом органе или
ткани: от кожи до сердца, желудка, сосудов и т. д., а также —
перитонит.
Ю. С. Малов и В. И. Солодовников (1982) сенсибилизировали
кроликов 5—6-кратным подкожным введением по 2 мл нормаль-
ной человеческой сыворотки с интервалом 5 дней между инъек-
циями. После появления на месте введения сыворотки уплотне-
ния вскрывали брюшную полость и 0,2—0,5 мл той же сыворот-
ки вводили в подслизистый слой желудка. В аналогичных опы-
тах на крысах сенсибилизацию сывороткой сочетали с одномо-
ментным введением адъюванта Фрейнда. У всех подопытных
животных наблюдали возникновение эрозий и язв на слизистой
оболочке желудка, только к 30-м суткам проявлявших наклон-
ность к заживлению. Эта модель острой язвы желудочно-кишеч-
ного тракта вполне пригодна для изучения эффективности ва-
готомии в условиях активации реакций иммунитета.
Используя феномен Артюса, можно получить изолированные
или генерализованные поражения кровеносных сосудов, как из-
вестно, весьма активно участвующих в реализации различных
иммунных процессов. Методика получения изолированного по-
ражения сосудов разработана Б. И. Мигуновым (1934) и неод-
нократно подтверждена другими авторами. Для воспроизведения
активной реакции Артюса в стенке кровеносного сосуда кроли-
ков сенсибилизируют внутрибрюшным введением по 2—3 мл
нормальной лошадиной сыворотки с интервалом 5—10 сут между
инъекциями — всего 5—7 раз. Через 5—7 сут после последней
инъекции антигенов выделяют и перевязывают тремя лигатура-
ми сонную артерию или яремную вену, в этот отрезок сосуда
вводят 0,1—0,15 мл той же сыворотки. Спустя 48 ч в данном от-
резке сосуда обнаруживается обтурирующий тромб, а в стенке
сосуда — типичные признаки некротического артериита. Измене-
ния структур стенки вены аналогичны, но не столь интенсивны
146
и развиваются позднее — к 7-му дню после введения разрешаю^
щей дозы.
Распространенные поражения кровеносных сосудов модели-
руют введением разрешающей дозы антигена не в ткань или изо-
лированный отрезок сосуда, а внутривенно однократно той же
дозой белка, что и для сенсибилизации. В этом случае более
резкие изменения наблюдаются в сосудах сердца, но и в других
отделах также возникают поражения типа тромбангиита, узел-
кового периартериита (считают, что и у человека он имеет ту же
природу, т. е. что в основе также лежит феномен Артюса) и т. д.
Более выраженные изменения в сосудах наблюдаются при
иммунизации большими дозами белка, в 5—10 раз превосходя-
щими оптимальные количества, или ксеногенной ангиоцитотокси-
ческой сывороткой [Lindner L et al., 1979], а также при исполь-
зовании для сенсибилизации сыворотки крови, взятой у больных
ревматизмом в период обострения. Такой сывороткой Э. М. Гель-
штейн и соавт. (1935) сенсибилизировали кроликов путем внут-
ривенных инъекций, а разрешающую дозу белка вводили в мыш-
цу сердца, в полость сустава или внутривенно. При этом у жи-
вотных развивался эндо- и миокардит, выраженный значительно
резче, чем когда использовали сыворотку здоровых людей.
А. А. Дюжиков и соавт. (1977) 20 разработали следующую
методику моделирования облитерирующего эндартериита с ис-
пользованием активной реакции Артюса: 0,9—1,0 г внутренней
оболочки аорты вносят в 4—5 мл изотонического раствора хло-
рида натрия и добавляют 8,3 мг трипсина; доливая 3,8% раствор
буры, доводят его pH до 8,0; полученную смесь инкубируют 3 ч
при +32 °C, периодически контролируя и поддерживая pH рас-
твора на исходном уровне; в течение 30 мин выдерживают смесь
при +60°C, центрифугируют 30 мин при 15 000 об/мин и надоса-
дочную жидкость смешивают с равным объемом адъюванта-
Фрейнда (ланолиновое и вазелиновое масло, смешанные в соот-
ношении 1:2 с добавлением 20 мг/мл сухой вакцины БЦЖ). На
задние конечности животного на весь период сенсибилизации
накладывают эластичные манжеты, сжимающие их при давлении’
25 мм рт. ст. и создающие застойную венозную гиперемию. Сра-
зу после наложения манжет в мякиши всех 4 конечностей вво-
дят полученный антиген в дозе 0,5—0,7 мл/кг (всего), повторяют
инъекцию через 7 дней, а еще через 3 дня такое же количество
антигена вводят интраабдоминально в качестве разрешающей
дозы. Заболевание развивается, по данным авторов, через 20—
30 дней после наложения манжет и первой инъекции антигена.
При моделировании пассивной реакции Артюса подопытному
животному вводят в определенных количествах соответствующие
преципитирующие антитела внутривенно, а разрешающую дозу
20 Дюжиков А. А., Поляк А. И., С и з я к и н а Л. П., 3 а х а р ч е н-
к о Е. П. Способ моделирования облитерирующего эндартериита. Авторское-
свидетельство № 679207, 1979, Бюл., № 30.
10*
147
внутрикожно (прямая реакция) или антитела вводят внутрикож-
но, а разрешающую дозу — внутривенно (обратная реакция).
Преимущество пассивной реакции Артюса в возможности7более
точной дозировки антител и антигена. Поэтому в ряде случаев ее
используют и в диагностических целях, когда антитела и разре-
шающую дозу аллергена вводят внутрикожно21.
В качестве примера использования пассивной реакции Артю-
са для моделирования заболеваний приводим данные G. Freitag
и соавт. (1974), наблюдавших развитие у подопытных животных
иммунного инсулина после введения им антисыворотки к инсу-
лину, содержащей в высоком титре противоинсулиновые преци-
питирующие антитела.
Достаточно близка по способу воспроизведения к реакции
Артюса, но отличается от нее по механизмам развития реакция
Санарелли — Швартцманна. Известны две формы этой реакции:
генерализованная описана Г. Санарелли (1923) и местная —
Г. Швартцманном (1928). Поскольку при развитии местного фе-
номена могут наблюдаться как общие, так и местные проявле-
ния, в 1932 г. обе эти реакции были объединены под общим на-
званием «феномен Санарелли — Швартцманна22, но с учетом
того, что в деталях патофизиология локальных и общих прояв-
лений феномена все же отличается [Kesztyus L. et al., 1974].
Принято считать, как полагал и сам Г. Швартцманн, что
возникновение этого феномена не связано с реакциями гипер-
чувствительности и вообще не имеет отношения к проявлениям
иммунитета. Возможно, это действительно так, ибо, как извест-
но, реакция возникает, если разрешающую дозу антигена, пред-
ставляющего собой взвесь грамотрицательных бактерий, среду,
где они культивировались, или липополисахарид, входящий в
состав их оболочки, ввести животному спустя всего 24 ч после
однократной предварительной инъекции того же антигена, что
есть еще в фазе иммунологического распознавания.
Патогенез феномена Санарелли — Швартцманна до конца не
раскрыт. Тем не менее установлено, что в основных проявлениях
он сходен с клиникой эндотоксинового или септического шока,
наблюдающегося при гнойно-септических заболеваниях, вызван-
ных грамотрицательными бактериями. Учитывая, что в обоих
случаях в основе поражения лежит ДВС [Юрлов В. М., 1968;
Персианинов Л. С. и др., 1970; Ярошенко И. Ф., 1970; Каньши-
на Н. Ф., 1972], а удельный вес гнойно-септических заболеваний
и послеоперационных осложнений в хирургической клинике воз-
растает, эти исследования должны проводиться в лабораториях
экспериментальной хирургии. Методы моделирования этого син-
дрома приведены в главе 2-й.
21 Иммунология. Справочник. — Киев: Наукова думка, 1981, с. 93.
22 Цит. по Юрлов В. М. Синдром Санарелли — Швартцмана в клини-
ке внутренних болезней. — В кн.: Патология свертывания крови в терапии.
Куйбышев, 1968, с. 175—181.
148
Для воспроизведения локального феномена Санарелли —
Швартцманна, сначала антиген (например, 0,1—0,2 мл фильтра-
та бактериальной культуры) вводят внутрикожно, а через 24—
48 ч — внутривенно (в дозе 0,1—0,5 мл/кг) однократно. На месте
внутрикожной инъекции появляются инфильтрат и воспалитель-
ная реакция, в течение нескольких часов переходящая в некроз,
сопровождающийся кровоизлияниями в окружающих тканях.
Однако у гнотобионтов локальный феномен не воспроизво-
дится [Чахава О. В. и др., 1975]. Последнее обстоятельство все
же позволяет усомниться в справедливости мнения о его неим-
мунной природе.
В качестве примера использования локального феномена Са-
нарелли— Швартцманна для моделирования заболеваний приво-
дим описание модели острого тромбофлебита, предложенной
А. И. Михневым (1975).
В стенку ушной вены у кролика вводят 0,2 мл фильтрата
шестидневной культуры Е. coli, а через 24 ч этот фильтрат в ко-
личестве 0,2 мл/кг вводят внутриартериально. В течение 1 сут
на месте первичного введения развивается воспаление с после-
дующим формированием обтурирующего тромба к 15-м суткам.
Стенка вены при этом претерпевает типичные варикозные изме-
нения, а в окружающих тканях отмечаются воспалительно-ди-
строфические изменения и капилляротромбоз. Через 1 мес про-
исходит реканализация тромба. В контрольных опытах подобные
изменения не наблюдаются.
По этой же методике Я. И. Ажипа (1967) моделировал у кро-
ликов неврит седалищного нерва, вводя под эпиневрий 0,1 мл
фильтрата бульонной культуры Е. coli, а через 24 ч — 0,2 мл/кг
того же фильтрата внутривенно. Развитие неврита сопровожда-
лось образованием трофических язв на коже соответствующей
конечности. Автор указывает, что аналогичные поражения нерв-
ной ткани он наблюдал у кроликов, сенсибилизированных внут-
ривенными введениями лошадиной сыворотки, после инъекции
на 21-й день 0,2—0,3 мл той же сыворотки в качестве разрешаю-
щей дозы под эпиневрий (активный феномен Артюса).
Локальный феномен Санарелли—Швартцманна воспроизво-
дится достаточно закономерно в любом органе или ткани.
Так, например, Б. А. Сааков и соавт. (1967) моделировали
острый холецистит у кроликов, сначала инъецируя им в ткань
стенки желчного пузыря 0,2 мл фильтрата шестидневной буль-
онной культуры Е. coli, а через 24 ч — тот же фильтрат внутри-
венно в дозе 0,2 мг/кг. В течение 1 нед после второй инъекции
у них развивался острый холецистит, через 10 дней процесс пе-
реходил в подострое, а через 1 мес в хроническое течение.
А. С. Чечулин и соавт. (1967) предварительно сенсибилизирова-
ли кроликов путем 4-кратного (с интервалом 4 дня между инъ-
екциями) подкожного введения 0,5 мл нормальной лошадиной
сыворотки, а через 1 нед—внутривенно или внутрипузырно вво-
дили 1 000 000 микробных тел 18-часовой культуры Е. coli. У всех
149
животных наблюдалось приживление микроорганизмов в желчи,
сопровождавшееся развитием хронического холецистита.
Для моделирования генерализованного феномена Санарел-
ли — Швартцманна у собак эндотоксин стафилококка или грам-
отрицательных бактерий вводят внутривенно двукратно в дозе
0,15 мл/кг, с перерывом 24 ч между инъекциями [Громнац-
кий Н. И., 1972; Vyhnainek F. R. et al., 1976] или 4 мг/кг разру-
шенных ультразвуком Е. coli штамма 0,26: В6 [Garner R. et al.,
1974]. По данным I. Coalson и соавт. (1975), внутривенное непре-
рывное введение павианам на протяжении 3 ч суспензии Е. coll
(2,6* 109 микробных тел в 1 мл) в дозе 3 мл/кг приводит к раз-
витию септического шока, по клиническим и патоморфологиче-
ским признакам весьма близкого к проявлениям септического
шока у человека.
У кроликов методика воспроизведения этого патологического
процесса аналогична. В частности, N. Freudenberg и соавт.
(1975) получили у всех животных эндотоксиновый шок с выра-
женной картиной ДВС при двукратном (с интервалом 24 ч меж-
ду инъекциями) внутривенном введении 50 мкг липополисаха-
рида, выделенного из оболочки бактерий группы сальмонелл.
По нашим данным, генерализованный феномен Санарелли —
Швартцманна целесообразно использовать для изучения патоге-
неза септического шока, ДВС и их взаимосвязи при развитии
гнойно-септических осложнений как в послеоперационном перио-
де, так и у интактных животных.
При этом необходимо учитывать данные L. Bertok (1978),
показавшего в опытах на различных лабораторных животных,
включая собак, что после разрушения липидной фракции эндо-
токсина, например у-лучами 60Со в дозе 5000—20 000 Гр, он утра-
чивает способность индуцировать этот феномен, но сохраняет
свойства адъюванта и стимулятора неспецифической резистент-
ности.
Результаты изучения в эксперименте и клинике морфологи-
ческого субстрата и механизмов развития аллергии позволили
установить наряду с другими ценными фактами два очень важ-
ных обстоятельства: 1) возможно образование антител к собст-
венным тканям, открытое в лаборатории И. И. Мечникова и под-
твержденное затем Ю. Ю. Вороным на модели аутотрансплан-
тации яичка (1928); 2) основным плацдармом для развития тка-
невых изменений при аллергии, как показали A. Rossie, J. Ger-
lach, служит мезенхима, т. е. соединительная ткань и ее сосуди-
стый аппарат, а паренхиматозные элементы, как подчеркивал
в этой связи А. И. Абрикосов (1933), поражаются вторично, что
проявляется дистрофическими изменениями различной степени.
Отсюда следует, что некоторые заболевания сердечно-сосу-
дистой системы можно воспроизводить, не прибегая к индуци-
рованию аллергических реакций, а лишь увеличивая интенсив-
ность антигенного стимула в количественном и временном плане.
Уже установлено, что длительное введение какого-либо антигена
150
закономерно приводит к изменениям в гомологичном органе
[Здродовский П. Ф., 1969].
Основываясь на этих данных, для моделирования поражений
сердца и сосудов кроликам (изредка мышам) внутривенно вво-
дят нормальную лошадиную сыворотку троекратно и более с
интервалами 15—18 дней в дозе 10 мл/кг. Введение сыворотки
сочетают с инъекциями продуктов жизнедеятельности микроор-
ганизмов, их чистыми культурами, малыми дозами той же сыво-
ротки и т. д. [Саркисов Д. С. и Ремезов П. И., 1960]. В результате
у выживших подопытных животных в сосудах, особенно сердца,
возникают очаговые или генерализованные изменения типа узел-
кового периартериита.
В связи с тем что сенсибилизация животного сывороточны-
ми белками приводит, как правило, к поражению сосудистой
системы и крайне редко проявляется какой-либо органной пато-
логией, а у собак этим способом не удается воспроизвести и за-
болевания сосудов, большее распространение получил другой
прием: животное сенсибилизируют экстрактами тех органов,
тканей или клетками, поражение которых стремятся получить,
ибо, как показали A. Kment и соавт. (1976), эти антигены фик-
сируются в гомологичных органах. Многие авторы сочетают
введение антигена с инъекцией адъювантов, в частности адъю-
ванта Фрейнда, но, по нашим данным, по крайней мере у собак,
это почти во всех случаях вызывает адъювантную болезнь^ весь-
ма отрицательно влияющую на результаты эксперимента, хотя
иммунопатологические проявления в исследуемом органе, дей-
ствительно, выражены более четко.
Кроме того, мы хотели бы подчеркнуть, что сами по себе из-
менения в органах, полученные подобным путем, вряд ли имеют
самостоятельное значение, тем более что они проявляют к тому
же явную тенденцию к самоизлечению. Но в сочетании с патоло-
гическим процессом, вызванным другими методами, они создают
необходимый фон, отягощающий течение заболевания и влияю-
щий на его исход, что безусловно сближает модель с клиникой:
у больных в большинстве случаев обнаруживают в сыворотке и
тканях противоорганные антитела и иммунные комплексы, роль
которых в патологии пока еще до конца не раскрыта.
Для иммунизации в каждом отдельном случае используют
водно-солевой антиген соответствующего органа, содержащий
оптимальное для данного вида животных количество белка в
каждой порции. Требование точной дозировки белка должно со-
блюдаться неукоснительно, ибо при недостаточном или избы-
точном количестве будут получены ложноотрицательные резуль-
таты. По нашим данным, для собак оптимальная доза белка на
одну инъекцию составляет 1,7—2,5 мг/кг. Антиген вводят под-
кожно, в брюшную полость или в подушечки (мякиши) конеч-
ностей. В отличие от моделирования аллергических реакций в
данном случае внутривенное введение антигена дает худшие и
слабовоспроизводимые результаты. Если предполагается имму-
151
низация двумя и большим числом антигенов, их можно вводить
одновременно, но обязательно разными шприцами и в разные
участки тепа животного.
Кратность введения антигена и промежутки между инъек-
циями также оказывают определенное влияние на результат
эксперимента. По нашим данным, у собак оптимальной схемой
является 3—6-кратное введение с интервалом 5—7 дней при
увеличении количества белка на 25—50% в каждой очередной
порции. Последующее воздействие на орган или учет результа-
тов иммунизации лучше всего проводить в интервале 3—7 дней
после последнего введения антигенов. При отсутствии дополни-
тельных воздействий возникшие иммунопатологические прояв-
ления прогрессивно уменьшаются по мере увеличения срока
наблюдения и спустя 2—3 мес в структурах органа видны лишь
остаточные проявления дистрофии или отдельные очаги клеточ-
ной пролиферации и метаплазии эпителия.
Для иллюстрации опишем ряд моделей заболеваний, полу-
ченных методом иммунизации животных гомологичным алло- и
ксеногенным антигеном с адъювантом или без него. Так,
В. И. Русаков и соавт. (1980) получили выраженный панкреа-
тит, иммунизируя животных 3-кратно в течение 5 сут антиген-
ной смесью, состоящей из 50% гомогената поджелудочной желе-
зы, 0,6—0,7% полиакриловой кислоты и полного адъюванта
Фрейнда23. В. Б. Золотаревский и соавт. (1972), длительно имму-
низируя кроликов гомогенатом печени, наблюдали развитие ге-
патита, в основных морфологических чертах сходного с гепатитом
человека. D. Pekovic и соавт. (1977) наблюдали у кроликов раз-
витие пульпита через 23 дня после 3-кратного (с интервалом
6 дней между инъекциями) подкожного или комбинированного
внутрибрюшного и подкожного введения 20% суспензии гомоло-
гичной пульпы зуба в дозе 0,5 мл/кг в сочетании с полным
адъювантом Фрейнда.
А. С. Капланский и соавт. (1961) моделировали у кроликов
миокардит с последующим развитием эндокардита, тромбоэндо-
кардита и очагового склероза путем иммунизации антигенами
сердечной мышцы в сочетании со стрептококковой вакциной и
антигеном подкожной соединительной ткани. В. А. Фролов и со-
авт. (1979) в опытах на морских свинках, Н. А. Терехова-Уваро-
ва (1982) — на кроликах, а К. Schenk и соавт. (1974) — на мы-
шах установили, что типичные морфологические признаки мио-
кардита возникают и при иммунизации животных только водно-
солевыми экстрактами сердечной мышцы, в том числе и в
сочетании с адъювантами. Наблюдения, проведенные в нашей
лаборатории, показали, что у собак существенные структурные
изменения эндо- и миокарда (рис. 54, 55) возникают как при вве-
23 Русаков В. И., Во л о щен ко О. И., Чернов В. Н.» Тума-
сов А. В. Способ моделирования панкреатита. Авторское свидетельство
№ 892465. Бюл., № 47, 1981.
152
Рис. 54. Миокардит у собаки, развившийся после введения вакцины БЦЖ
Окраска гематоксилином и эозином. Х256.
Рис. 55. Эндокардит у собаки, развившийся после введения вакцины БЦЖ
Окраска гематоксилином и эозином. Х256.
дении различных органных антигенов, так и в процессе имму-
низации вакцинами, применяющимися в педиатрической практи-
ке. Эти модели эндо- и миокардита вполне пригодны для раз-
работки методов реваскуляризации сердечной мышцы у собак
и коррекции клапанных пороков в условиях активного иммунного
ответа, что соответствует реальной клинической ситуации.
Оригинальную модель тяжелой миастении разработала
A. Vincent (1976). Иммунизируя кроликов, крыс или обезьян ре-
цепторами ацетилхолина, выделенными из электрических органов
Torpedo и электрического угля, с полным адъювантом Фрейнда,
она наблюдала появление в сыворотке крови подопытных жи-
вотных соответствующих антител и развитие во всех случаях
тяжелой миастении.
Иммунизация собак и кроликов водно-солевыми антигенами
аутологичной [Гельфман А. Е. и др., 1969] или аллогенной [Грин-
шпун О. Я., 1969] слизистой оболочки желудка в смеси с адъю-
вантом Фрейнда приводит к развитию поврежденной слизистой
оболочки желудка и двенадцатиперстной кишки разной степени:
от умеренного атрофического гастрита до образования язв в
антральном отделе, в области малой кривизны желудка, а так-
же в краниальном отделе двенадцатиперстной кишки. При имму-
низации контрольных животных водно-солевыми антигенами,
мышцы сердца у собак возникал миокардит, но изменений сли-
зистой оболочки желудка и двенадцатиперстной кишки не на-
блюдалось. В то же время гастрит и образование язв отмечались
у интактных животных после введения сыворотки крови собак,
у которых были обнаружены язвы желудка и двенадцатиперст-
ной кишки после иммунизации. По мнению авторов, это свиде-
тельствует об аутоиммунном генезе патологического процесса
в этих условиях.
Вместе с тем исследования П. К. Врублевского (1981), вы-
полненные в нашей лаборатории, показали, что эрозивно-язвен-
ный гастродуоденит закономерно возникает у собак и на фоне
иммунизации их водно-солевыми экстрактами желудка и две-
надцатиперстной кишки без адъюванта. С этой целью подопыт-
ным животным вводят под кожу 3-кратно, с интервалом 5—7
дней антигены указанных органов в дозе до 2 мг белка/кг. Вы-
раженные изменения слизистой оболочки сохраняются не менее
120 сут с момента последнего введения антигенов, а воспроиз-
водимость процесса достигает 85—90%.
Описанные модели пригодны для изучения воздействия раз-
личных вариантов ваготомии на динамику заживления эрозив-
но-язвенных гастродуоденальных поражений, протекающих с вы-
раженным иммунопатологическим компонентом, а также для
исследования влияния денервации органа на активность мест-
ных проявлений реакций иммунитета.
Определенный интерес представляют описанные модели не-
специфического язвенного колита, нередко наблюдающегося у
больных, поступающих в хирургические стацирнары. Методика
154
воспроизведения основана на ведущей роли в их патогенезе
аутоиммунного компонента: готовят водно-солевой аллогенный
[Ногаллер А. М. и др., 1966] или аутологичный антиген слизистой
оболочки толстой кишки собак, полученной путем предваритель-
ной резекции сигмовидной кишки [Макаревич Я. А. и др., 1966].
Затем в соотношении 1 : 2 его смешивают с адъювантом Фрейнда
и дважды с интервалом 7—9 дней вводят в мякиши всех 4 конеч-
ностей. У 90—95% собак развиваются типичные морфологиче-
ские изменения слизистой оболочки толстой кишки, свойствен-
ные язвенному колиту, клинически проявляющемуся кишечным
кровотечением, диспепсическими явлениями, протейным дисбак-
териозом и т. д. На слизистой оболочке толстой кишки образу-
ются множественные изъязвления.
Эти модели могут быть использованы для изучения патоге-
неза неспецифического язвенного колита и разработки новых
методов его оперативного лечения. По данным Я. А. Макаревич
и соавт. (1966) S. Kirsner в 1961 г. разработал модель неспеци-
фического язвенного колита, воспроизводимую путем ректаль-
ного введения 5% раствора формалина животному, сенсибили-
зированному яичным альбумином, а Р. Brenier и соавт. (1962)
наблюдали образование множественных язв на слизистой обо-
лочке толстого кишечника у собак, сенсибилизированных антиге-
ном, после введения гипериммунной сыворотки, т. е. по типу ре-
акции Артюса.
Одной из причин возникновения послеоперационных ослож-
нений, особенно гнойно-воспалительного характера, является из-
менение иммунологической реактивности организма под влия-
нием как операционной травмы, так и длительного воздействия
различных веществ экзо- или эндогенного происхождения, обла-
дающих антигенными свойствами. В результате повреждаются
«естественные защитные барьеры, нарушается динамическое рав-
новесие между макроорганизмом и населяющей его сапрофитной
или условно-патогенной микрофлорой, вследствие чего возникает
дисбактериоз, в ряде случаев оказывающий заметное отрица-
тельное влияние на течение постоперационного периода. Посколь-
ку патогенетическая роль дисбактериоза в возникновении ослож-
нений остается предметом дискуссии, исследования по этой
проблеме, особенно в условиях эксперимента, заслуживают боль-
шого внимания.
Известны два основных способа воспроизведения дисбакте-
риоза: 1) облучение подопытных животных рентгеновскими лу-
чами в 8—10 Гр, т. е. сублетальными дозами [Клемпарская Н. Н.
и др., 1966; Микельсар М. Э. и др., 1977]; 2) введение массивных
доз антибиотиков широкого спектра действия {Блохина И. Н. и
др., 1979]. О развитии дисбактериоза в данном случае судят по
изменениям качественного и количественного состава микрофло-
ры в испражнениях.
В нашей лаборатории разработана модель кишечного дис-
бактериоза, развивающегося на фоне активного иммунного от-
155
вета на введение водно-солевых экстрактов из органов желу-
дочно-кишечного тракта по схеме: 3-кратное с интервалом 5—
7 дней подкожное введение антигенов двенадцатиперстной киш-
ки, желудка, желчного пузыря или поджелудочной железы в
дозе 1V2—2 мг белка/кг.
Под воздействием развивающихся при этом дистрофических
процессов в органах пищеварения, повреждения слизистых обо-
лочек, вплоть до образования микроэрозий и нарушения щеточ-
ной каймы эпителия, на фоне гиперплазии лимфатических фол-
ликулов, снижается бактерицидность кишечного сока и желчи.
В результате не только появляется условно-патогенная кишеч-
ная микрофлора в верхних отделах кишечника, желчном пузыре
и желудке, но и создаются условия для приживления специально
внесенных туда бактерий, элиминирующихся у интактных жи-
вотных спустя 24 ч после введения. Эти данные получены путем
непосредственного интраоперационного бактериологического ана-
лиза пузырной желчи, содержимого двенадцатиперстной кишки
и желудка в эксперименте и подтверждены исследованием биоп-
татов, полученных в процессе фиброгастродуоденоскопии у боль-
ных панкреатитом, холециститом и холецистопанкреатитом в пе-
риод между обострениями заболевания, а также спустя год и
более после оперативного вмешательства. Воспроизводимость
модели дисбактериоза у собак по этому способу составляет 92—
95%, причем у 5—10% животных после внесения в просвет киш-
ки или желчного пузыря грамотрицательных условно-патогенных
бактерий (например, Ps. aeruginosa или Е. coli) возникают абс-
цессы поджелудочной железы, флегмоны желчного пузыря или
микроабсцессы в печени.
Широко распространено в экспериментальной иммунологии
воспроизведение поражений различных органов введением жи-
вотному иммунных антисывороток, содержащих антитела, на-
правленные против соответствующего органа или ткани (так
называемых цитотоксических сывороток).
Впервые этот метод разработал В. К. Линдеман (1901), по-
лучивший развитие некроза структур почечных клубочков под
воздействием гетерологической почечной антисыворотки. Этот
метод окончательно признан экспериментаторами после исследо-
ваний П. А. Герцена (1909).
Цитотоксические антисыворотки получают путем иммуни-
зации животного другого вида (например, иммунизируя кроли-
ков антигенами собаки) тканевыми экстрактами, содержащими
смесь водорастворимых белков данного органа или специальна
выделенного какого-либо одного белка митохондрий [Алексее-
ва И. Н., 1980]. Затем определяют титр цитотоксических антител
в сыворотке крови продуцента, забирают у него кровь, отде-
ляют сыворотку и вводят ее в нужных количествах подопытному
животному. Степень поражения соответствующих структур в ря-
де случаев выражена значительнее, чем при обычной иммуни-
зации водно-солевыми антигенами. Однако в экспериментальной
156
хирургии этот метод применяют крайне редко, ибо по механиз-
му возникновения и характеру поражения структур такой пато-
логический процесс далек от реальных условий клиники. Его,,
как правило, используют для проведения иммуноморфологиче-
ских и люминесцентно-микроскопических исследований.
Как указывалось, моделирование заболеваний, представляю-
щих интерес для экспериментальной хирургии, с помощью инду-
цированных иммунопатологических процессов путем сенсибили-
зации животного аллогенными антигенами или введения цито-
токсических сывороток носит вспомогательный характер. Созда-
вая благоприятный фон для развития более выраженной карти-
ны заболевания под воздействием других повреждающих фак-
торов, они сближают модель с клиникой и позволяют разраба-
тывать патогенетически обоснованные, и следовательно, более
эффективные методы лечения.
Усилить повреждающее действие антигенов на ткани или ор-
ганы можно с помощью адъювантов, однако в таком случае воз-
никают различные побочные эффекты вплоть до развития
адъювантной болезни.
В ряде случаев диффузного поражения соединительной тка-
ни типа системной красной волчанки можно добиться путем
введения некоторых химических препаратов. Так, по данным
А. Ф. Яковцовой и соавт. (1975), подобное заболевание у мор-
ских свинок возникает спустя 3 нед после ежедневого (в течение
3 мес) введения через зонд в желудок дигидралазина (апресси-
на) в сочетании с облучением ультрафиолетовыми лучами в
субэритемных дозах.
Для достижения желаемой цели целесообразно восполь-
зоваться феноменом усиления мезенхимальной реакции и
сенсибилизирующего воздействия антигенов у потомства, полу-
ченного от самок, иммунизированных во время беременности
различными антигенами, в том числе инфекционной природы
[Альперн Д. Е., 1973; Cramer D. et al., 1974, и др.].
Используя эти данные, М. Ш. Вербицкий и О. Е. Вязов (1974)
в опытах на крысах-самках, которым во время беременности
вводили антилимфоцитарную сыворотку, добились получения
потомства с подавленным антимикробным и противовирусным
иммунитетом и повышенной чувствительностью к воздействию
других повреждающих факторов. Эти опыты можно расценивать
как модель вторичного иммунодефицитного состояния. Анало-
гичные результаты в опытах на линейных мышах, которым во
время беременности пересаживали клетки селезенки и лимфа-
тических узлов от мышей других линий, получены Е. А. Федосо-
вым (1975, 1979), а В. С. Дукова и соавт. (1976) показали, что
снижение реактивности организма наблюдается и в потомстве
самок, у которых реакция «трансплантат против хозяина» была
индуцирована еще до беременности.
В опытах на крысах А. М. Вихерт и соавт. (1977) установили-
возможность развития аутоиммунной кардиомиопатии у несколь-
157
ких поколений животных, иммунизированных в период беремен-
ности. С этой целью крыс иммунизировали аллогенным гомоге-
натом ткани сердца, в соотношении 1 : 1 смешанным с адъюван-
том Фрейнда. В 1 мл гомогената содержалось до 2% белка. По
данным авторов, аутоиммунный процесс вызывала доза гомо-
гената в 1 мл. Поэтому, чтобы не индуцировать эту реакцию, жи-
вотным внутрибрюшинно или в паховую область однократно
вводили 0,3 мл антигена. Полученное после иммунизации потом-
ство выращивали до половой зрелости, за месяц до спаривания
животных аналогичным образом иммунизировали и повторяли
.данную процедуру в течение 8 поколений. В результате из поко-
ления в поколение снижалась репродуктивная способность, а на-
чиная с 4—6-го поколения у животных масса сердца превышала
.норму, отмечались признаки гиперчувствительности замедленно-
го типа в ткани сердца, явления сердечно-сосудистой недоста-
точности и другие симптомы кардиомиопатии.
Таким образом, при моделировании различной патологии
внутренних органов для получения более выраженного эффекта
воздействия основного повреждающего агента или с целью вос-
произведения заболевания, вызванного только под влиянием
иммунопатологических реакций, в экспериментальной хирургии
целесообразно использовать следующие методы: ^индуцирова-
ние анафилактического шока; 2) индуцирование активной или
пассивной реакции Артюса; 3) индуцирование локального или
генерализованного феномена Санарелли — Швартцманна; 4) им-
мунизация животного антигенами соответствующего органа или
ткани, в том числе и в сочетании с адъювантами; 5) введение
противоорганных или противотканевых цитотоксических сыво-
роток; 6) сенсибилизация различными антигенами самок во вре-
мя беременности с целью повышения чувствительности потом-
ства к повреждающим агентам.
Глава 9
МОДЕЛИРОВАНИЕ ЗАБОЛЕВАНИЙ
СЕРДЕЧНО-СОСУДИСТОЙ СИСТЕМЫ
В предыдущих главах описаны модели миокардита, эндомио-
кардита, инфаркта миокарда, острого и хронического тромбоза
кровеносных сосудов, в том числе полученных методов эмболи-
зации, а также методы воспроизведения патологических состоя-
ний, имитирующих амилоидоз, эндартериит и некоторые другие
заболевания. В данном разделе приводятся методы воспроизве-
дения врожденных и приобретенных пороков сердца, заболева-
ний кровеносных сосудов, обусловленных атеросклерозом, и т. д.
Необходимо еще раз подчеркнуть основное отличие модели от
158
заболевания у человека, заключающееся в том, что у человека
к проявляющемуся клинической симптоматикой заболеванию
приводит долгий, часто многолетний, период скрытого, доклини-
ческого, развития процесса, соответствующей перестройки, ком-
пенсации и декомпенсации на всех уровнях структурной орга-
низации и обмена, а у животного оно возникает внезапно на
фоне полного здоровья и активности компенсаторно-приспосо-
бительных механизмов в результате экспериментальных воздей-
ствий.
Конечно, с помощью такой модели можно получить немало
ценной информации, особенно о раннем периоде формирования
того или иного заболевания, но все же более перспективно и
приближенно к клинике моделирование заболевания у живот-
ного, уже подвергшегося предварительному воздействию какого-
либо повреждающего агента, входящего в число патогенетиче-
ских механизмов соответствующего заболевания. К их числу
прежде всего следует отнести способы индуцирования иммуно-
патологических реакций и вторичного иммунодефицитного состоя-
ния (см. 8-ю главу).
Применительно к моделированию сердечно-сосудистой пато-
логии такими методами, создающими благоприятный фон, спо-
собствующий более полному сближению модели с клиникой^
являются экспериментальный атеросклероз, экспериментальная
гипертония и введение различных веществ, нарушающих функ-
цию некоторых органов.
Удовлетворительной модели атеросклероза, полностью соот-
ветствующей как клиническим проявлениям, так и требованиям
эксперимента, нет. Исходя из наиболее популярной в настоящее
время холестериновой теории атеросклероза разработана модель
заболевания, основанная на создании и длительном поддержи-
вании на достаточно высоком уровне гиперхолестеринемии по
способу Н. Н. Аничкова.
Животному на протяжении 4—6 мес ежедневно вводят в желудок 5—10%
раствор холестерина в подсолнечном масле, подогретом до 35—40 °C. Это со-
ставляет примерно 0,2—0,3 г холестерина/кг/сут. Спустя 1 мес от начала корм-
ления в сосудах появляются первые признаки атеросклероза с последующим
образованием типичных атеросклеротических бляшек в аорте, устьях крупных
артерий, на клапанах сердца, аорты и легочной артерии. В некоторых случаях
чистый холестерин заменяют яичными желтками, содержащими 0,2—0,4 г хо*
лестрина каждый.
У собак введение только холестерина не вызывает ни гипер-
холестеринемии, ни атеросклероза. Поэтому у них кормление
холестерином (до 10 г в сутки) сочетают с добавлением в пищу
тиоурацила, угнетающего функцию щитовидной железы, в те-
чение 2 мес по 0,8 г, 3-й месяц — по 1 г и 4-й — по 1,2 г в сутки
[цит. по Д. С. Саркисову и П. И. Ремезову, 1960].
Недостаток этой модели в том, что спустя 3—4 мес после
прекращения кормления холестерином начинается постепенное
159
обратное развитие «атеросклероза». Кроме того, в пересчете
«а человека массой 70 кг эти дозы составляют 14—17 г чистого
холестерина в сутки, тогда как в действительности он потребля-
ет с пищей 0,5—1 г вещества и еще около 2 г холестерина син-
тезируется в организме. Поэтому, как справедливо отмечает
А. М. Вихерт (1974), правильнее называть полученные измене-
ния не атеросклерозом, а холестерозом артерий.
Т. А. Синицына (1964) указывает на то, что К. Stayner и
A. Kendall (1946) предложили несколько иную модель атеро-
склероза. Вначале подопытному животному дают в течение Змее
метилтиоурацил начиная с 0,5 г и постепенно доводят эту дозу
до 1V2 г в день. Затем, не прекращая введения метилтиоураци-
ла, добавляют к пище в сутки 10 г холестерина, растворенного
в 40 мл хлопкового масла. Через 52—54 нед, т. е. через год от
начала введения препаратов, содержание холестерина в крови
достигает 1000 мг% (при норме 90—120 мг%), и возникают
резкие атеросклеротические изменения в аорте и ее крупных
ветвях. Чтобы ускорить процесс воспроизведения модели
Т. А. Синицына (1964) вводила холестерин с хлопковым мас-
лом через зонд непосредственно в желудок, благодаря чему уже
через месяц от начала эксперимента содержание холестерина
в крови превышало 2000 мг%, а через 6—8 мес у части собак
-наблюдались атеросклеротические изменения в артериях, соот-
ветствующие изменения ЭКГ и функции сердечно-сосудистой
системы. Более выраженный атеросклероз отмечается в том слу-
чае, когда введение указанных препаратов сочетают с индуци-
рованием гипертонии. Для воспроизведения этой модели атеро-
склероза пригодны только самцы, но и у них через 10—12 дней
4тосле отмены препаратов патологический процесс подвергается
обратному развитию.
В опытах на крысах Е. В. Арзамасцев и Л. В. Крепкова
(1983), сочетая атерогенную диету с 24-часовой иммобилизаци-
ей животных, добавлением в пищу витамина D2 и 6-метилтиоура-
цила, уже через 2 нед отмечали повышение содержания общего
холестерина, триглицеридов, фосфолипидов, изменение соотно-
шения а- и p-липопротеидов, а при увеличении срока наблюде-
ния — прогрессирующий атеросклероз со стенозированием и
тромбозом сосудов на фоне повышения активности свертываю-
щей системы крови.
По данным Е. Betz и соавт. (1980), полученным в экспери-
ментах на кроликах, трансмуральная стимуляция адвентиции
«сосудов слабыми токами приводит к существенным нарушениям
ультраструктуры клеток эндотелия, изменению их формы, появ-
лению щелей между клетками, изменению заряда мембран, а
также сопровождается изменением ориентации и миграцией
гладкомышечных клеток медии в субэндотелиальное пространст-
во по направлению к аноду, в этой области отмечается и про-
лиферация гладкомышечных клеток. При сочетании электрости-
муляции с добавлением 2% раствора холестерина в пищу эти
160
пролифераты в течение 3—4 нед превращаются в типичные ате-
росклеротические бляшки.
В опытах на собаках А. А. Суханов и соавт. (1967) разрабо-
тали «бесхолестериновую» модель атеросклероза: животным в
течение 2—3 мес ежедневно вводят 6-метилтиоурацил в дозе
30 мг/кг, а затем, продолжая давать этот препарат в тех же
дозах, добавляют в течение 30—40 дней дикумарин, снижая
протромбиновый индекс до 20—30%.
Неудовлетворенность классической моделью атеросклероза
и ее вариантов стимулирует поиски новых путей воспроизведе-
ния этого заболевания с использованием в эксперименте новых
приемов, отражающих развитие теоретических представлений о
механизмах развития атеросклероза. Наиболее существенными
среди них, по современным представлениям, является гемодина-
мический (в частности, артериальная гипертензия) и иммуно-
патологический фактор, используемые в сочетании с описанной
выше методикой создания гиперхолестеринеми и гипотиреоза.
Воспроизведение артериальной гипертензии на собаках чаще
всего достигают сужением почечных артерий не менее чем на
35—50%, причем операция выполняется на обеих артериях, ибо
при сужении одной почечной артерии повышение АД будет крат-
ковременным и через 1—2 мес возвратится к исходному. По на-
шим данным, сужение почечных артерий более чем на 60%
приводит к гибели животных от уремии. Методически сужение
почечных артерий выполняют самыми различными способами,
начиная от наложения суживающей шелковой лигатуры до ис-
пользования разнообразных устройств, позволяющих проводить
сужение в послеоперационном периоде дозированно и постепен-
но. Доступ к почечным артериям осуществляют как из пояснич-
ного разреза, так и из срединного лапаротомного. Имеются
отдельные сообщения о развитии гипертонии после сужения
других магистральных артерий. Они обобщены в монографии
Д. С. Саркисова и П. И. Ремезова (1960).
Гипертензия может быть достигнута при ишемизации корко-
вого слоя путем обертывания почки тканью, надевания на нее
сдавливающих резиновых колпачков или обвязывания широки-
ми матерчатыми лигатурами.
Повышение АД наблюдается и при нарушении венозного
оттока от почек. Так, Ю. А. Пытель и соавт. (1973) у собак су-
жали вены обеих почек на 65—70% путем наложения на них
стальной спирали или надевая полиэтиленовые трубки и наблю-
дали развитие стойкой гипертонии через 2 нед. Воспроизводи-
мость модели составляет 40—50%.
По данным Ю. Б. Кириллова и соавт. (1984), артериальная
гипертензия у собак возникает через 5 нед после сужения почеч-
ных вен на 50% манжетами из целлофана. В дальнейшем сте-
ноз нарастает из-за перивазального склероза, вызванного цел-
лофаном. В результате развития венозных коллатералей АД
спустя 3 мес проявляет тенденцию к нормализации.
1J Заказ № 418
161
По мнению С. М. Бабкина (1970), W. Stehbens (1975) и
некоторых других авторов, артериальная гипертония способст-
вует повреждению сосудистой стенки, особенно в местах изгибов
и разветвлений, а это в свою очередь благоприятствует отложе-
нию в этих участках липидов, развитию гиалиноза и образова-
нию атеросклеротических бляшек.
Более раннее и выраженное изменение структур сосудистой
стенки на фоне холестериновой диеты наблюдается при ее соче-
тании с иммунизацией животного нормальной лошадиной сыво-
роткой {Hoile G. et al., 1974] или, что дает лучшие результаты,
антигенами аорты или других магистральных сосудов [Scebat L.
et al., 1972]. Иммунизацию проводят по схеме, аналогичной вос-
произведению активной формы феномена Артюса.
Моделирование заболеваний сердца относится к числу наи-
более полно разработанных разделов экспериментальной хирур-
гии. Методика воспроизведения миокардита, эндомиокардита и
заболеваний коронарных сосудов рассмотрена в предыдущих
разделах. Как уже было отмечено, это так называемые не хи-
рургические модели, в основном служащие фоном для воспроиз-
ведения патологии сердца хирургическим путем. К такой пато-
логии относится инфаркт миокарда.
Классической моделью инфаркта миокарда на кроликах и
главным образом на собаках служит одномоментная перевязка
или постепенное сужение (с помощью выводимых на кожу груд-
ной стенки различных устройств) коронарных артерий и их
ветвей. С этой целью у собаки под эндотрахеальным эфирно-
кислородным наркозом выполняют торакотомию в области чет-
вертого—пятого межреберий, вскрывают перикард, сохраняя диа-
фрагмальный нерв, берут его на держалки и под небольшим
натяжением, фиксируя их к краям торакотомного отверстия,
выводят сердце из грудной клетки. Затем, помня, что каждую
артерию, как правило, сопровождают две вены, расположенные
несколько кзади, осторожно выделяют избранную для перевязки
артерию, подводят под нее лигатуру и затягивают. Мы рекомен-
дуем пересекать артерию между двумя лигатурами, так как
примерно в 10—15% случаев наступает, по разным причинам,
реканализация просвета артерии.
Используя современные методы эндососудистой хирургии,
инфаркт миокарда можно воспроизвести при катетеризации
устья коронарной артерии эмболом, по величине соответствую-
щим диаметру нужной артерии. Естественно, что определить
диаметр артерии удобнее всего визуально, поэтому и эмболиза-
цию проводят под контролем зрения во время операции, что-
повышает результативность по сравнению с эмболизацией при
катетеризации по Сельдингеру под рентгеновским экраном.
При введении в коронарные артерии крупных единичных эм-
болов возникает окклюзия артерии, равной им по диаметру, и в
зависимости от уровня фиксации эмбола развивается либо
инфаркт миокарда, либо кардиогенный шок. При введении мик-
162
росфер или гидрогеля полиметиленлоксана окклюзия наступает
на уровне сосудов микроциркуляторного звена и у животного
наблюдаются признаки мелкоочагового инфаркта или снижается
сократительная способность миокарда.
По данным нашей лаборатории, хорошие результаты при мо-
делировании инфаркта миокарда наблюдаются при использова-
нии замораживания для нарушения кровотока в артерии. Этот
метод технически наиболее прост, так как исключает манипуля-
ции на сердце. Он заключается в следующем: после выведения
сердца в рану на артерию устанавливают криоаппликатор, со-
единенный с установкой «Криоэлектроника» и включают охлаж-
дение; снижают температуру аппликатора до —50 °C и поддер-
живают ее в течение 5—30 мин; включают отогрев, удаляют
аппликатор и рану послойно зашивают наглухо. Более низкие
температуры повреждают структуру сосудистой стенки и живот-
ное погибает от аррозивного кровотечения, а более высокие —
не приводят к последующему тромбозу сосуда в области замо-
раживания, и из-за кратковременности воздействия образуется
очень незначительная зона ишемического поражения миокарда
либо ишемия не возникает вовсе, так как кровоток компенси-
руется за счет интраорганных анастомозов. Воспроизводимость
модели составляет 80—85%. Повысить ее эффективность можно
введением во время замораживания в проксимальный отрезок
артерии тромбина.
Попытки использования для моделирования инфаркта фер-
ромагнитных жидкостей предприняты в нашей лаборатории
Ю. 3. Лившицем. Способ находится в стадии разработки, одна-
ко представляется нам весьма перспективным. Он заключается
в том, что над соответствующим участком сосуда устанавлива-
ют постоянное магнитное силовое поле, а затем в проксималь-
ный (для артерии) или дистальный (для вены) отрезок сосуда
вводят 2—5 мл ферромагнитной жидкости (можно с добавле-
нием тромбина и других препаратов). Жидкость останавливается
в зоне воздействия магнитного силового поля и окклюзирует
просвет сосуда полностью или частично. При снятии напряже-
ния жидкость током крови рассеивается, а затем выводится из
организма, частично захватываясь клетками макрофагальной
системы.
Основным фактором, влияющим на исход эксперимента по
моделированию инфаркта миокарда, является уровень окклюзии.
Если кровоток нарушают на уровне основного ствола левой
венечной артерии, животное погибает на операционном столе,
а при окклюзии мелких артериальных ветвей инфаркт не раз-
вивается, ибо функциональная полноценность анастомозов меж-
ду ветвями коронарных артерий у собаки выше, чем у человека.
Поэтому окклюзию лучше всего создавать, отступя 5—7 мм от
места отхождения артерий III порядка от основного ствола.
Оптимальный уровень окклюзии целесообразно определить в
начале работы опытным путем, затратив на это несколько жи-
11*
163
вотных, но зато в дальнейшем будет больше уверенности в ко-
нечном результате.
Если уже в течение первых суток после операции подверг-
нуть животное воздействию физических нагрузок, у них развива-
етя аневризма левого желудочка с постепенным нарастанием
сердечной недостаточности. А. М. Хилькин и В. А. Светлов
(1979) приводят работы авторов, моделировавших аневризму
сердечной мышцы путем ее раздавливания между браншами
грубого зажима, в сочетании с перевязкой в этой области коро-
нарной артерии или без таковой.
Значительно менее травматичен способ моделирования анев-
ризмы сердца, предложенный И. В. Матюшиным и соавт.
(1980) 24: у собаки под эфирно-кислородным наркозом путем ле-
восторонней торакотомии по четвертому межреберью вскрывают
грудную клетку. Рассекают и подшивают к краям операционной
раны перикард. На верхушку сердца накладывают шов-держал-
ку. Локально замораживают участок переднебоковой стенки ле-
вого желудочка площадью 3X3 СхМ и поддерживают температу-
ру —196 °C в течение 1 мин. Аппликатор удаляют, перикард и
торакотомное отверстие ушивают наглухо. Через 1 мес в обла-
сти замораживания развивается хроническая мешковидная анев-
ризма.
Для воспроизведения повторных некрозов миокарда В. Н. Фа-
тенков и Н. В. Печенина (1978) разработали методику модели-
рования этой патологии на собаках: спустя 24 ч после перевязки
коронарной артерии и возникновения инфаркта собак забивали,
иссекали участок некротизированной мышцы, тщательно отмы-
вали его от крови и по обычной методике готовили антиген.
У других собак воспроизводили инфаркт миокарда путем пере-
вязки коронарной артерии и на 8—12-й день, когда нормализо-
вались биохимические показатели, и на ЭКГ отмечали признаки
рубцевания, вводили этот антиген под кожу трижды, с интерва-
лом 2—3 дня в дозе 4—5 мг белка/кг. В результате не только
замедлялся процесс рубцевания, но и усиливалось поражение
миокарда, проявлявшееся развитием дистрофии мышцы вблизи
зоны инфаркта и образованием очагов некроза на отдаленных
участках.
В. В. Елисеев и соавт. (1983) добивались мелкоочагового
склероза стенки левого желудочка и сосочковых мышц в опы-
тах на кроликах, которым в дугу аорты вживляли нихромовый
электрод. Очаги склероза возникали через 4 дня стимуляции
рефлексогенной зоны импульсами постоянного тока 50 Гц, дли-
тельностью 10 мс при напряжении 5—7 В.
Мелкоочаговый инфаркт миокарда возникает и при повыше-
нии в крови концентрации адреналина и вазопрессина. Их дей-
24 Матюшин И. Ф., Конев В. Е., С и ня кин С. И., Овсянни-
ков В. Я. Способ моделирования аневризмы сердца. Авторское свидетельство
№ 788147. Бюл. № 46, 1980.
164
ствие реализуется через одно итоговое звено: дефицит энергии,
проявляющийся в снижении концентрации АТФ и креатинфосфа-
та при одновременном увеличении АДФ и неорганического фос-
фора. В результате активируется симпатическая нервная систе-
ма и возникают некрозы миокарда [Меерсон Ф. 3. и др., 1971].
На этом эффекте основана так называемая адреналиновая мо-
дель инфаркта миокарда, известная уже более 100 лет. Для ее
воспроизведения 0,1% раствора адреналина вводят внутримы-
шечно в дозе 4 мг/кг. Стремясь приблизить эту модель к реаль-
ным клиническим условиям, С. Г. Гичка (1985) предложил на
21-е сутки после однократного введения 0,1% раствора адрена-
лина, когда в миокарде у крыс уже сформировались патологи-
ческие изменения, дополнительно однократно вводить адрена-
лин в дозе 0,3 мг/кг и питуитрин в дозе 0,5 мл/кг. У интактных
животных эти дозы гормонов каких-либо изменений в миокарде
не вызывают, а у подопытных возникают новые очаги дистро-
фии и некроза.
Достаточно сложная, но весьма эффективная модель инфарк-
та миокарда предложена Н. Н. Малиновским и соавт. (1982).
У наркотизированной собаки трансстернально или путем левосторонней
торакотомии по пятому межреберью вскрывают грудную полость, а затем и
перикард. Под контролем рентгенотелевидения катетеризируют коронарные ар-
терии, устанавливая катетер в устье одной из них. Вводят через этот катетер
2—3 мл питуитрина в течение 30—240 с, чем обеспечивают спазм артерий на
20—40 мин. После регистрации спазма на ЭКГ пунктируют переднюю межже-
лудочковую артерию на уровне верхней, средней или нижней ее трети и рет-
роградно вводят 40—150 ЕД тромбина. Сразу же возникает локальный ок-
клюзирующий тромб, наличие которого подтверждается ангиографически.
Затем развивается инфаркт миокарда в соответствующей зоне. При необхо-
димости адекватную функцию сердца поддерживают с помощью искусствен-
ного левого желудочка.
Тяжелые осложнения инфаркта миокарда — кардиогенный
шок и тампонада сердца. Последнюю изучают еще со времен
Конгейма, предложившего в 1877 г. в опытах на собаках после
торакотомии пунктировать перикард канюлей, соединенной с мас-
ляным манометром, и вводить в его полость масло, как очень
медленно всасывающуюся жидкость. П. П. Гончаров (1936)
разработал другую методику.
У наркотизированной собаки выполняют торакотомию в области пятого—
шестого межреберий; пятое ребро на протяжении 2—3 см резецируют; вскры-
вают плевру и накладывают кисетный шов на перикард в области верхушки
сердца; надрезают перикард, вводят в отверстие канюлю, затягивают кисетный
шов и рану грудной стенки зашивают наглухо. Через 6—10 дней можно присту-
пить к опытам. Тампонаду сердца вызывают введением через вживленную ка-
нюлю воздуха или изотонического раствора хлорида натрия. Проводя через
канюлю троакар диаметром 4—7 мм, можно наносить ранение мышцы сердца
и изучать последствия тампонады, вызванной кровотечением в полость пе-
рикарда.
Модель кардиогенного шока регулируемой интенсивности
предложена М. С. Бердичевским (1973—1975) 25.
25 Бердичевский М. С. Способ получения экспериментального кар-
диогенного шока. Авторское свидетельство № 448009. Бюл. № 40, 1974.
165
У собаки выполняют торакотомию в четвертом — пятом межреберьях. На
2 см дистальнее левого ушка сердца вскрывают перикард, выделяют нисходя-
щую ветвь левой коронарной артерии и подводят под нее лигатуру, концы
которой выводят наружу через катетер, проходящий в полость, перикарда. Че-
рез этот же катетер в полость перикарда вводят более тонкий катетер с на-
дувным баллончиком на конце. Перикард и торакотомное отверстие ушивают,
фиксируя катетер на коже. Через 2—3 дня, подтягивая концы лигатуры, вызы-
вают острую ишемию миокарда, и через 20—30 мин, контролируя АД и сер-
дечный выброс, медленно раздувая баллон, создают типичный кардиогенный
шок.
Нарушение функции сердца, вызванное экстракардиальными
факторами, наблюдается при моделировании сдавливающего пе-
рикардита, в частности, по методу В. У. Фетисова (1968), пред-
ложившего вводить в полость перикарда собак до 2,0 г талька
или хлорвиниловые пластинки.
Другая группа способов моделирования патологии сердца
касается воспроизведения пороков клапанного аппарата сердца,
легочной артерии и аорты. Правда, современные методы клини-
ческого исследования, в том числе внутрисердечные, радиоизо-
топные и другие, позволяющие получить фактически любую не-
обходимую информацию о функции сердца на различных этапах
развития порока, ставят под сомнение целесообразность моде-
лирования этих заболеваний у животных. То же самое, пожалуй,
можно сказать и в отношении врожденной патологии сердца и
крупных магистральных сосудов типа дефектов сердечных пере-
городок, стеноза устья аорты и легочной артерии, коарктации
аорты и т. д.
В современных условиях эти модели сохранили значение для
решения некоторых узких задач патоморфологии и анатомии,
поэтому мы приводим только принципиальные основы модели-
рования данной группы заболеваний, не останавливаясь на част-
ностях и деталях разнообразных и многочисленных методов.
Недостаточность клапанного аппарата сердца и сосудов мо-
делируют несколькими способами:
1) наложением обходного шунта, благодаря чему часть объема циркули-
рующей крови минует клапаны — тем самым нарушается гемодинамика и функ-
ция соответствующих отделов сердца и сосудов;
2) закреплением на створках -или в полостях различных устройств, пре-
пятствующих смыканию створок;
3) повреждением створок с целью создания их дефекта или хорд, а также
подшиванием хорд к стенке желудочка;
4) смазыванием створок клапанов крепкими растворами кислот;
5) созданием отверстий в клапанах специальным пробойником.
В зависимости от методики используют доступы к соответ-
ствующим клапанам и хордам через стенку желудочка или пред-
сердия, стенку аорты или легочной артерии, пользуясь различ-
ными, предложенными для этой цели, устройствами и инстру-
ментами.
Стеноз клапанов сердца, легочной артерии и аорты модели-
руют следующими способами:
166
1) в области створок устанавливают заполненный воздухом или жидко*
стью баллончик, отводную трубку которого выводят через стенку сосуда или
предсердия наружу и фиксируют к коже;
2) суживают отверстие в области клапанов либо одной, проходящей по
периметру кольца, лигатурой, либо несколькими, частично уменьшающими его
просвет;
3) подшивают стенку предсердия к клапанному кольцу.
Из многочисленных врожденных пороков сердца и сосудов
моделированию доступны дефекты межжелудочковой и меж-
предсердной перегородок, над- и подклапанные стенозы аорты
и легочной артерии, коарктация аорты. Моделирование других
врожденных пороков сопряжено с большими техническими труд-
ностями, а затраченные усилия отнюдь не компенсируются объе-
мом собранной информации и степенью ее адекватности кли-
нике.
Принцип метода моделирования дефекта перегородок сердца
прост.
Через стенку правого предсердия или желудочка вводят устройство режу-
ще-выкусывающего типа и иссекают часть перегородки заданных размеров,
создавая сообщение между полостями. Простое рассечение перегородки неэф-
фективно, ибо края разреза тотчас смыкаются, а затем срастаются. Диаметр
отверстия должен быть не менее 15—20 мм, иначе также наступает самоизле-
чение. Дефект межпредсердной перегородки, как и межжелудочковой, может
быть создан и оперативным путем, но при этом необходимо подключать аппа-
рат искусственного кровообращения, что неоправданно усложняет эксперимент.
Над- и подклапанные стенозы аорты и легочной артерии,
коарктацию аорты моделируют двумя способами:
I) накладывают на соответствующем уровне суживающие циркулярные ли-
гатуры или различные устройства, а также используют лигатуры, фрагментар-
но суживающие сосуд, для чего 2—4 лигатурами прошивают сосуд по секто-
рам и, затягивая их, гофрируют стенку аорты или легочной артерии, вызывая
стенозирование;
2) накладывают лигатуры, матерчатые или синтетические полоски, кольца
или спирали, плотно охватывающие, но >не суживающие сосуд, на под- и над-
клапанную области аорты и легочной артерии, а также на соответствующие
участки грудной или брюшной аорты у щенков в возрасте до Р/г мес.
Последний способ, предложенный Г. А. Чекаревой и Э. Ф. Ма-
люгиным (1966), более соответствует патофизиологическим осо-
бенностям врожденных пороков крупных сосудов, но в ближай-
шем и раннем послеоперационном периоде гибнет до 30—40%
животных, что требует очень бережного и тщательного выпол-
нения всех этапов операции, эффективного наркоза и бережного
ухода в послеоперационном периоде (цит. по Ю. М. Лопухину,
1971).
Д. С. Саркисов и соавт. (I960) в опытах на кроликах разра-
ботали метод дозированного стеноза аорты и его устранения
в последующем.
В области устья аорты вскрывают перикард и между аортой и легочной
артерией проводят шелковую нить. Накладывают на аорту пластмассовый крю-
167
чок размером 0,15X0,4 см, а на него устанавливают пластину из пластмассы
размерами 100X0,5x0,3 см. Туго завязывая на этой пластине лигатуру, пол-
ностью пережимают аорту, после чего извлекают крючок, оставляя на месте
пластину. В результате просвет аорты частично восстанавливается. При слиш-
ком резком стенозе животные погибают в течение 12 сут после операции от
сердечной недостаточности. Если же степень стенозирования достаточна, через
2—3 нед возникает гипертрофия миокарда. Для устранения стеноза выполняют
повторную торакотомию, пересекают лигатуру и извлекают пластину,
С целью защиты коронарных артерий и миокарда от по-
вреждения лигатурами при их полной или частичной перевязке
П. Ф. Литвицкий (1982) предложил использовать подобную
пластмассовую пластинку с отверстиями для лигатуры. Ее на-
кладывают на сосуд, проводят в отверстия лигатуру и завязы-
вают узел на пластине, а не на сосуде. Этот способ применим
и при моделировании стеноза других кровеносных сосудов.
Эти же методы вполне приемлемы и для создания стеноза
практически любого магистрального кровеносного сосуда. С це-
лью ускорения процесса и создания более полноценного в ана-
томическом и патофизиологическом плане стеноза или окклюзии
в области наложения манжеты можно индуцировать асептиче-
ское воспаление, вводя в паравазальные ткани раздражающие
вещества или обрабатывая ими манжету.
Существуют и другие способы стенозирования крупных со-
судов: краевое иссечение, наложение бокового шва, постепенное
стенозирование с помощью различных устройств, создание об-
ходного шунта меньшим по диаметру сосудом с последующим
пересечением аорты между устьями шунта и т. д. Наш опыт
показывает, что в техническом исполнении они более сложны,
а достигнутые результаты по качеству и объему не отличаются
от описанных выше.
М. П. Виленский и Ю. М. Гальперин (1969) предложили
такую модель спазма сосудов тазовых конечностей.
Собакам однократно инъецируют в ткань симпатического поясничного узла
скипидар или подшивают этот узел шелковой лигатурой к m-usculus iliopsoas.
Спустя неделю на ангиограммах видна сеть извитых сосудистых коллатералей,
характерная для больных с начальной стадией облитерирующего эндартериита.
В отдаленные сроки у части собак возникают сегментарные окклюзии, измене-
ния в бедренной артерии, а у отдельных животных — трофические язвы го-
лени.
К врожденной и приобретенной сосудистой патологии отно-
сятся и артериовенозные свищи, или соустья. Стандартная мето-
дика их моделирования описана в предыдущих разделах и за-
ключается в создании дефекта стенки артерии и вены на протя-
жении не менее 30 мм с последующим анастомозированием
сосудов в области дефекта бок в бок. Поскольку эта методика
связана с пережатием сосудов на относительно большой срок,
что, естественно, недопустимо при операции образования свища
между такими сосудами, как, например, аорта и полая вена,
Ю. М. Лопухин (1971) разработал способ, позволяющий вы-
полнить операцию без наложения зажимов.
16}
После вскрытия брюшной полости и выделения из окружающих тканей
брюшной аорты и каудальной полой вены дистальнее почечных сосудов по уг-
лам будущего анастомоза накладывают на расстоянии 1!/г—2 см друг от друга?»
2 шва-держалки, проходящие через стенку аорты и вены, и завязывают их.
Начиная от дистального угла сшивают обе стенки сосудов непрерывным про-
никающим швом ближе к дорсальной полуокружности сосудов, связывают эту
нить с проксимальной держалкой. Затем накладывают так называемый режу-
щий шов, для чего нить на прямой или слегка изогнутой игле проводят через
просвет аорты от дистального угла анастомоза к проксимальному, через стенку
аорты из ее просвета вкалывают иглу и проводят нить в просвет полой вены
и выводят ее из вены у дистального угла анастомоза. Таким образом режущая*
нить описывает букву П, захватывая стенки обоих сосудов. Концы нити выво-
дят наружу и оставляют свободными. Накладывают второй ряд швов по
направлению от проксимального к дистальному углу анастомоза, после чего,,
натягивая режущую нить, пилящими движениями постепенно вскрывают оба
сосуда внутри наложенных швов и удаляют ее. Останавливают просачивание'
крови через швы. Как только установилось сообщение между сосудами, появ-
ляется слышимый даже на расстоянии систолический шум и дыхание животно-
го учащается. Проводят туалет раны, гемостаз, и переднюю брюшную стенку
зашивают наглухо.
Глава 10
МОДЕЛИРОВАНИЕ ЗАБОЛЕВАНИЙ
ОРГАНОВ ПИЩЕВАРЕНИЯ
Основные принципы моделирования заболеваний органов пи-
щеварения разработаны еще в первой половине XX века. С тех:
пор появилось множество различных вариантов воспроизведения
той или иной патологии, но в основе они все имеют методиче-
ские и технические приемы, отработанные 50 и более лет назад.
Особенно демонстративно это видно на примере моделирования*
заболеваний поджелудочной железы. Число известных моделей1
приближается к 100, но если их проанализировать, то окажется,,
что подавляющее большинство из них есть не что иное, как тех-
нические варианты моделей, предложенных еще И. П. Павловым
и С. Bernard.
Тем не менее они вполне пригодны для современной экспе-
риментальной хирургии, так как представляют собой основу,,
позволяющую разрабатывать новые и усовершенствовать извест-
ные виды оперативного вмешательства. Настоятельная необхо-
димость использования этих моделей в лабораторной практике
диктуется еще и отмеченным во всех странах неуклонным рос-
том заболеваний органов пищеварения, инвалидизации и смерт-
ности населения, увеличением объема хирургической помощи из
травматичности операций.
Пищевод
Скудость публикаций по этой теме объясняется чрезвычайной
сложностью оперативного вмешательства на пищеводе у живот-
ных. Единственное пригодное для этих целей лабораторное жи-
16$*
вотное— это собака, но даже при идеальном анестезиологиче-
ском обеспечении, в реальной обстановке фактически недостижи-
мом, операции на пищеводе у собак находятся на грани пере-
носимости, а результативность эксперимента (учитывая затра-
ченные силы, средства, неизбежно высокий послеоперационный
шадеж) чаще всего не соответствуют затратам. Кроме того, no-
тле появления волоконной оптики, электрофизиологической
аппаратуры, тепловидения, рентгенотелевидения и т. д. возмож-
ности клинического и лабораторного исследования, послеопера-
ционного мониторинга, морфологических методов столь сущест-
венно возросли, что потребность в таком сложном эксперименте
неуклонно снижается.
Тем не менее ряд методов моделирования заболеваний пище-
вода представляют определенный интерес и могут быть рекомен-
дованы для лабораторной практики, как позволяющие получить
ценную информацию.
Еще недостаточно изучена ахалазия кардии (кардиоспазм),
возникающая из-за нераскрытая входа в желудок при подходе
перистальтической волны, что в определенной мере обусловлено
нарушениями внутриорганной иннервации, проявляющейся деге-
нерацией ганглионарных клеток интрамурального нервного аппа-
рата на протяжении всего пищевода. Моделирование этой пато-
логии затруднено тем, что простая перерезка экстраорганных
ветвей блуждающего нерва, иннервирующих пищевод, вызывает
у животного лишь преходящую дисфагию.
По данным А. 3. Моргенштерна (1968), известно несколько
способов воспроизведения ахалазии кардии. Так, A. Etzel (1942),
накладывая лигатуру на пищевод собаки у места перехода в
желудок, суживал его просвет на 2/з и через 4 мес наблюдал
резкое предстенотическое расширение пищевода, причем интра-
муральный нервный аппарат пищевода оставался интактным.
По нашим наблюдениям, такой же результат можно получить,
если наложить на кардиальный отдел пищевода у 6—8-месяч-
•ных щенков пластмассовое кольцо, плотно охватывающее, но не
сдавливающее пищевод. По мере роста животного стеноз нарас-
тает, что приводит к развитию предстенотического расширения,
достигающего к году значительных размеров. К. Alnor (1956)
после обнажения торакоабдоминальным доступом кардиального
отдела желудка у собак охлаждал его струей углекислоты из
баллона или обкладывал на 2—3 мин сухим льдом. В резуль-
тате переохлаждения (и даже промерзания) тканей пищевода
и кардиального отдела желудка на этом участке появлялись
очаги некробиоза, нарушалось кровообращение, возникала цир-
куляторная и тканевая гипоксия; эти нарушения приводили к
дегенеративным изменениям во внутристеночных нервных спле-
тениях, и через 3—9 мес после операции у подопытных живот-
пых развивалась типичная картина ахалазии кардии. Подобные
же изменения наблюдали Н. Corelli и соавт. (1957) после дли-
тельной ишемии эзофагокардиальной области, полученной путем
<70
механического сдавления. F. КбЫег и соавт. (1958) добивались
возникновения кардиоспазма у собак после заражения их куль-
турой трипаносомы Круса, токсин которой вызывает в интра-
муральном нервном сплетении дегенеративные изменения, ана-
логичные наблюдавшимся при ахалазии кардии.
По данным Д. С. Саркисова и Т. И. Ремезова (1960), С. Jod-
ge наблюдал у крыс развитие изъязвлений на слизистой оболоч-
ке пищевода и желудка через 6 дней кормления только 25%
водным раствором глюкозы. В отдельных случаях эти изъязвле-
ния достигали мышечной оболочки. При добавлении к этому
раствору 1% раствора гидрокарбоната натрия изъязвлений не
возникало. Данные, полученные в нашей лаборатории, показы-
вают, что локальные острые язвы пищевода возникают после
инъекции 1—2 мл 96° этилового спирта в подслизистый слой, а
также после замораживания стенки пищевода в течение 5 мин
до температуры —140—150 °C с помощью аппликатора холода
установки типа «Криоэлектроника-2», располагающегося на на-
ружной поверхности пищевода.
В связи с увеличением числа больных циррозом печени и
портальной гипертензией представляет интерес описанная
Ю. М. Лопухиным (1971) модель варикозного расширения вен
пищевода по A. Thamia и Н. Thai. Операцию выполняют в два
этапа.
На 1-м этапе с помощью аутовенозного трансплантата из яремной вены на-
кладывают анастомоз между аортой и воротной веной для создания порталь-
ной гипертензии. 2-й этап операции — создание прогрессирующей окклюзии
воротной вены путем наложения проксимальнее анастомоза сдавливающей пет-
ли из целлофана. Варикозное расширение вен пищевода возникает спустя 2—3
мес после операции.
Согласно нашим наблюдениям, варикозное расширение вен.
пищевода на почве внепеченочного портального блока возника-
ет через 4—6 мес после введения в просвет воротной вены ме-
таллического спиралевидного эмбола с тромбогенным покрытием
*(типа спирали Гиантурко) или без него.
Для введения эмбола у собак под гексеналовым наркозом срединным ла-
гларотомным разрезом вскрывают брюшную полость, в рану извлекают селезен-
ку. Из окружающих тканей выделяют одну из селезеночных вен, вскрывают ее
и через это отверстие вводят эмбол, продвигая его до ворот печени. Вену пе-
ревязывают, селезенку погружают в брюшную полость и рану передней брюш-
ной стенки послойно зашивают наглухо. В результате постепенного развития
стеноза, а затем и окклюзии воротной вены формирующимся тромбом возника-
ет портальная гипертензия, а затем и варикозное расширение вен пищевода.
Для различных патофизиологических исследований, а также
для изучения механизмов развития рубцовых стриктур пище-
вода, воспалительных процессов прибегают к моделированию
ожога пищевода путем введения тампонов, смоченных ледяной
уксусной кислотой, концентрированной гидрохлористой или сер-
ной кислотами.
171
Эзофагит моделируют, инъецируя в подслизистый слой либо суточную-
бульонную культуру Е. coli или Ps. aeruginosa, содержащую до 200 000 000 ми-
кробных тел в 1 мл, или 1 мл скипидара, или 1 мл вазелинового масла. Более
сложный метод моделирования эзофагита заключается в перемещении желудка
в грудную полость оперативным путем после рассечения диафрагмы и дополни-
тельного иссечения ее левой ножки.
Непроходимость пищевода моделируют путем введения в его
просвет инородных тел. Хирургический метод моделирования
непроходимости пищевода по К). М. Лопухину (1971);
Сначала его шейный отдел выводят под кожу на шее, а затем его либо
перевязывают, либо пересекают. Операция сопровождается тяжелыми ослож-
нениями, наиболее часто наблюдается расхождение швов или аспирационная
пневмония. Для воспроизведения непроходимости в области кардии у собаки
под гексеналовым наркозом срединным лапаротомным разрезом вскрывают
брюшную полость, рассекают кардиальный отдел желудка, наглухо ушивают
отверстие пищевода, после чего накладывают гастростому и послойно ушивают
рану передней брюшной стенки. Такую собаку желательно содержать в специ-
альном станке, для чего необходима предварительная тренировка.
Желудок
Наилучшим объектом для моделирования заболеваний же-
лудка, как и других органов пищеварения, являются собаки, так
как и в физиологическом, и в морфологическом отношении их
пищеварительная система более подобна таковой у человека.
Как правило, моделируют гастрит или острую язву желудка,
поскольку вызвать хроническое течение экспериментальной пато-
логии почти никогда не удается.
Гастрит моделируют либо путем неадекватной пищевой на-
грузки, либо длительным введением в желудок веществ, вызы-
вающих постоянное раздражение слизистой оболочки, либо
резекцией не менее чем 2/з желудка с тем, чтобы в процессе
функциональной перестройки слизистой оболочки оставшейся
части органа возникли патоморфологические изменения, сходные
с гастритом у человека. По данным П. И. Норкунаса и соавт.
(1967, 1975), хронический гастрит возникает как следствие
перевязки желудочно-сальниковой, желудочно-селезеночной и
других вен желудка, приводящей к венозной гиперемии слизи-
стой оболочки. При длительном и резко выраженном застое воз-
никают эрозии слизистой оболочки и язвы желудка, преимуще-
ственно в области малой кривизны. Изменения типа атрофиче-
ски-гиперпластического гастрита возникают при хроническом
раздражении блуждающих нервов путем инъекции в окружаю-
щую их клетчатку веществ, стимулирующих асептическое воспа-
ление, а также после стволовой ваготомии, которая, однако,
всегда должна сопровождаться пилоропластикой, предупрежда-
ющей развитие застойных и гнилостных процессов в желудке.
По данным, полученным в нашей лаборатории, стволовая
ваготомия вполне может быть заменена криодеструкцией над-
или поддиафрагмального отрезка основного ствола блуждающе-
172
го нерва, что менее травматично, чем его перерезка, и легче
переносится животными. С этой целью после выделения ствола
блуждающего нерва на соответствующем участке к нему подво-
дят аппликатор аппарата «Криоэлектроника» и подвергают нерв
замораживанию при температуре —150 °C в течение 3—5 мин
с последующим медленным оттаиванием. Длина участка, под-
вергающегося криодеструкции, должна составлять не менее
4—5 см.
Четко выраженный хронический гастрит с явлениями кишеч-
ной метаплазии желез и образованием эрозий на слизистой обо-
лочке возникает в результате систематического введения живот-
ным аллогенных или ксеногенных антигенов желудка, получен-
ных из всех слоев его стенки по методике, разработанной в
нашей лаборатории П. К. Врублевским (1983).
Собак иммунизируют водно-солевыми экстрактами желудка из расчета
Р/г—2 мг белка/кг на одну инъекцию. Антигены вводят под кожу не менее 3
раз с интервалом 5—7 дней.
Хронический атрофический гастрит аутоиммунного генеза
моделируют по методу, который был предложен А. Е. Гельфман
и соавт. (1969).
Проводят гастротомию, удаляют по большой кривизне до 5 г слизистой
оболочки, ушивают гастротомное отверстие, готовят из этой слизистой оболоч-
ки водно-солевой антиген в количестве 12 мл, смешивают с 4 мл адъюванта
Фрейнда и вводят под кожу по 8 мл дважды с интервалом 7 дней. Патологи-
ческий процесс развивается в течение 1 мес и в основных своих проявлениях
сохраняется не менее года.
Дистрофические изменения слизистой оболочки с явлениями хронического
атрофически-гиперпластического гастрита возникают спустя 2—3 -нед после де-
васкуляризации желудка путем перевязки и пересечения поверхностных арте-
риальных ветвей в области тела и антрального отдела.
Аналогичные изменения могут быть получены и на фоне дли*
тельной гиперсекреции желез желудка, стимулированной гормо*
нальными препаратами, в частности адренокортикотропным гор-
моном, а также по В. Л. Губарю (1970), после прижигания
слизистой оболочки 5—10% раствором нитрата серебра, 30%
спиртом, гидрохлористой кислотой и т. д.
Этиология и патогенез язвенной болезни желудка относятся
к числу дискуссионных проблем современной медицинской нау-
ки и практики, хотя представление о полиэтиологичности этого
заболевания, вероятнее всего, ближе к истине. В определенной
мере оно подтверждается существованием достаточно большого
числа моделей и методов воспроизведения язвы желудка в экс-
перименте, но во всех случаях следует помнить о том, что речь
может идти не о моделировании язвенной болезни как нозологи-
ческой единицы, а только о воспроизведении ее ведущего при-
знака— язвенного поражения слизистой оболочки желудка у
практически здорового животного, т. е. о моделировании острой
язвы. Справедливость подобного утверждения подчеркивается
173
исследованиями на собаках, проведенными еще в конце XIX ве-
ка и показавшими, что дефект слизистой оболочки желудка
2X3 см полностью восстанавливается в течение 10—15 дней*,
дефект поверхностного эпителия закрывается за 2 ч, эрозии, до-
ходящие до tunica muscularis mucosae, заживают в течение
2—3 дней. Введение в практику фиброгастроскопов позволило*
установить, что и у человека дефект слизистой оболочки желуд-
ка, возникающий при гастробиопсии, ликвидируется в течение
24—48 ч [Василенко В. X. и др., 1981]. Следовательно, имеется
отчетливая положительная корреляция данных эксперимента и<
клиники, позволяющая использовать модели острой язвы желуд-
ка для решения задач, выдвигаемых практическим здравоохра
нением.
Описанные модели острой язвы желудка можно объединить
в группы по этиологическим факторам: 1) возникающие в ре-
зультате механического воздействия на слизистую оболочку;
2) нейрогенные и аллергические; 3) медикаментозные; 4) али-
ментарные; 5) гемодинамические.
Для воспроизведения острой язвы желудка с помощью меха-
нических факторов применяют:
а) иссечение участка слизистой оболочки с обнажением мышечного слоя,,
используя доступ через гастротомное отверстие; б) прижигание слизистой обо-
лочки диатермокоагулятором или другим инструментом при температуре от
80 до 100 °C, также через гастротомное отверстие; в) замораживание слизистой»
оболочки путем прямого воздействия на нее хлорэтила (—20°C), твердой уг-
лекислоты (—70°С) или жидкого азота (—196°C). Прижигание или заморажи-
вание слизистой оболочки можно выполнить и без гастротомии, через фибро -
гастроскоп.
Исследования, проведенные в нашей лаборатории, показали.,
что воздействием низких температур можно добиться возникно-
вения не только острой, но и хронической язвы желудка. С этой
целью у наркотизированной собаки вскрывают брюшную полость
и выводят в рану желудок. Выбирают нужную зону криовоздей-
ствия на вентральной поверхности желудка и устанавливают
аппликатор (оптимальные размеры его рабочей поверхности —
не более 20X20 мм), соединенный с аппаратом типа «Криоэлек-
троника», в которой в качестве хладагента используется жидкий
азот. Включают аппарат и начинают охлаждение со скоростью
не менее 1 °/мин. Когда температура аппликатора будет ниже
нуля градусов, он как бы прилипает к ткани; в этот момент его
нужно несколько приподнять кверху с тем, чтобы избежать
повреждения в процессе замораживания слизистой оболочки дор-
сальной стенки желудка. Замораживают ткань стенки желудка
до —150 °C, фиксируют эту температуру в течение 3—5 мин, а
затем включают отогрев.
После снятия аппликатора и медленного оттаивания зона
криоповреждения представляет собой округлый, диаметром до
3 см резко отечный участок темно-багрового цвета. Затем желу-
док погружают в брюшную полость и послойно ушивают лапаро
174
томное отверстие. При указанных режимах замораживания и
оттаивания мышечный слой желудка и покрывающая его висце-
ральная брюшина не повреждаются, спустя 10—15 дней на
наружной поверхности желудка каких-либо следов криовоздей-
ствия не остается. В то же время на слизистой оболочке обра-
зуется типичная округлая язва, доходящая до мышечного слоя^.
покрытая фибринозным налетом, с зоной воспаления по перифе-
рии (рис. 56, 57). Ее заживление протекает медленно, и даже
спустя 6 мес в этом месте хорошо виден кратерообразный
дефект слизистой оболочки, замещающийся рубцом.
В опытах на крысах близкая по морфогенезу язва желудка,
возникновение которой обусловлено коагуляционным некрозом
тканей, может быть получена по методу Р. Okabi и S. Pfeiffer
[Аруин Л. И. и др., 1980; Тимашкевич Т. Б. и др., 1980].
С этой целью на участок наружной поверхности желудка наносят до 0,5 мл?
концентрированной уксусной кислоты. Через 7—10 дней образуется язва, мор-
фологически сходная с язвой у человека, имеющая форму клина, обращенного
вершиной кнаружи. Язва частично заживает в течение 5—7 мес.
На собаках метод неприменим, так как большая толщина
стенки желудка и ее мышечного слоя препятствует проникнове-
нию уксусной кислоты в слизистую оболочку, а большое коли
чество этого реактива приводит к развитию прежде всего остро-
го отравления уксусной кислотой.
Поэтому моделирование у собак острой язвы желудка, воз-
никающей как следствие очагового коагуляционного некроза мы-
шечной оболочки, осуществляют путем инъекции 1—2 мл кон-
центрированной уксусной кислоты или нитрата серебра в стенку
желудка.
В нашей лаборатории П. И. Червяк разработал модель хро-
нической язвы желудка у собак, основанную на сочетании оча-
гового некроза мышечной оболочки с нарушением процессов ре-
генерации эпителия слизистой оболочки желудка.
Для ее воспроизведения у собаки под наркозом срединным лапаротомным
разрезом вскрывают брюшную полость, извлекают в рану желудок, на избран-
ном участке его вентральной или дорсальной поверхности инъецируют в толщу
мышечного слоя до 4 мл 96 ° этилового спирта, погружают желудок в брюшную:
полость, ушивают лапаротомное отверстие, а затем внутривенно вводят винкри^
стин из расчета 0,01 мг/кг.
Спустя неделю у животного развивается типичная хрониче-
ская язва желудка со всеми присущими ей морфологическими!
признаками (рис. 58).
Так называемые нейрогенные язвы желудка имеют лишь ис-
торическое значение, так как нейрогенная (или кортико-висце-
ральная) теория язвенной болезни не получила достаточно убе-
дительного и достоверного подтверждения. Тем не менее при*
резком и неадекватном раздражении вегетативной нервной си-
стемы в сочетании с повреждением слизистой оболочки желудка
175
Рис. 56. Хроническая язва желудка, образовавшаяся через 2 мес после крио-
воздействия на стенку желудка.
Рис. 57. Разросшаяся соединительная ткань в области хронической криоген-
ной язвы желудка
Окраска гематоксилином и эозином. XI80.
Рис. 58. Хроническая язва желудка у собаки, образовавшаяся после внутри-
венного введения винкристина и местного введения в стенку желудка этило*
вого спирта.
каким-либо дополнительным способом можно наблюдать образо-
вание язв.
♦
У животного вскрывают брюшную полость; выводят в рану желудок, в
подслизистый слой и в полость желудка инъецируют по 0,5—1,0 мл концентри-
рованной уксусной кислоты; затем такое же количество уксусной кислоты вво-
дят в клетчатку, окружающую чревное сплетение; желудок погружают в брюш-
ную полость и послойно ушивают рану передней брюшной стенки.
Изъязвления слизистой оболочки возникают через месяц пос-
ле операции. У кроликов острые язвы желудка возникают после
частичного разрушения солнечного сплетения без каких-либо до-
полнительных воздействий. Через 35—40 дней эти язвы подверга-
ются рубцеванию [Чернин В. В. и Сергеев С. А., 1981].
В опытах на собаках В. М. Чернов (1967) разработал сле-
дующую модель нейрогенной язвы.
Правый блуждающий нерв в шейном отделе выводят под кожу и заклю-
чают в филатовский стебель. Затем на протяжении 4—6 мес его через день раз-
дражают индукционным током (при расстоянии между катушками И—13 см)
в течение 11/2—2 ч импульсами, длящимися В/г—2 мин. В результате усили-
вается перистальтика, возникает рвота и одышка, брадикардия, слабость зад-
них конечностей. В конце эксперимента в начальном отделе двенадцатиперст-
ной кишки образуется «целующаяся» крупная округлая язва с каллезными
краями и глубоким дном.
J2 Заказ № 418
177
Аллергический механизм возникновения острой язвы Основав
на воспроизведении феномена Артюса. У кроликов подобную
модель описала К. В. Стройнова (1944).
Под кожу или внутривенно 5—7 раз с интервалом 5 дней вводят по 5 мл
нормальной лошадиной сыворотки; спустя 3—5 дней после последней инъекции
в стенку желудка вводят 0,3—0,5 мл той же сыворотки. Реакция отчетливо
выражена в первые 24 ч, но спустя 5—6 дней все воспалительные явления
стихают.
По наблюдениям автора, желудок после сенсибилизации ста-
новится крайне чувствительным к различным химическим и ме-
ханическим воздействиям.
Эта методика вполне пригодна и для воспроизведения аллер-
гической язвы желудка у собак, у которых в отличие от кроли-
ков возникает типичная острая язва на месте введения разре-
шающей дозы антигена. Методика эта подробно описана в 8-й
главе.
Подобную методику использовал М. О. Махачев (1966) для
воспроизведения изолированного туберкулеза желудка. Для это-
го кроликов предварительно сенсибилизируют путем 5-кратного,
с интервалом 5 дней внутримышечного введения 1 мл нормаль-
ной лошадиной сыворотки и 1 мг убитых нагреванием микобак-
терий туберкулеза (штамм Bov-8), взвешенных в 1 мл расти-
тельного масла. Затем в подслизистый слой антрального отдела
по малой кривизне желудка вводят 1 мл нормальной лошадиной
сыворотки и 0,1 мг живых микобактерий туберкулеза (штамм
H37RV). В результате более чем у половины животных возни-
кает изолированное туберкулезное поражение желудка инфиль-
тративно-бугоркового, опухолеподобного или язвенно-некротиче-
ского характера.
Выраженное поражение желудка достигается также путем
систематического введения гастроцитотоксической сыворотки.
Медикаментозные язвы моделируют чаще всего. С этой це-
лью используют концентрированные кислоты, щелочи, гормоны,
салициловую кислоту. Классической моделью является так назы-
ваемая атофановая язва. Для ее воспроизведения собакам еже-
дневно за 30—60 мин до еды дают атофан (синоним цинхофена)
из расчета 0,1—0,4 г/кг. Примерно к 6—8-му дню у подопытных
собак снижается аппетит, появляется дегтеобразный стул, а у
отдельных животных происходит перфорация язвы, и они поги-
бают от перитонита. У остальных язвы переходят в хронические
и существуют до тех пор, пока дают атофан. После отмены пре-
парата язвы подвергаются рубцеванию.
У мышей острые кровоточащие эрозии слизистой оболочки
желудка возникают через 3—5 дней после ежедневного интра-
желудочного введения 200—500 мг/кг салициловой кислоты, рас-
творенной в 0,2 мл диметилсульфоксида.
Часто для моделирования язвы желудка используют гиста-
мин в смеси с ланолином для создания депо на месте инъекции.
178
Собакам под кожу натощак вводят гистамин в дозе 3—5 мл/кг,
•ежедневно не менее 4 дней подряд.
В последние годы в связи с увеличением травматичности опе-
раций, широким внедрением в клиническую практику гормонов
коры надпочечника и некоторых других медикаментозных пре-
паратов значительно возросло число больных, у которых возни-
кают «стрессовые» язвы желудка и кишечника. Диагностика этих
язв сложна, при несвоевременном выявлении или неадекватном
лечении они могут привести к летальному исходу. Поэтому мо-
делирование «стрессовых» язв представляет значительный прак-
тический интерес, но удовлетворительной модели пока еще не
создано. Их пытаются воспроизвести в эксперименте с известной
долей приближенности, относя к числу «стрессовых» язвы, воз-
никающие после введения больших доз преднизолона или сали-
циловой кислоты.
Чаще всего для моделирования используют белых крыс.
У них язвы желудка и кишечника возникают в результате дли-
тельной (до 12 ч и более) фиксации в положении на спине при
пониженной температуре окружающей среды. С. В. Аничков и
И. С. Заводская (1965) описывают следующую методику вос-
произведения стрессовых язв: крыс не кормят в течение 24 ч,
затем фиксируют на доске, вводят в передние лапы игольчатые
электроды и в течение 3 ч раздражают прямоугольными им-
пульсами электротока от стимулятора ППМ-1 при напряжении
5—10 В, частоте 50 Гц, продолжительности импульса 50 м/с. Эти
же авторы рекомендуют моделировать язву пилорического от-
дела желудка у крыс путем пережатия двенадцатиперстной
кишки зажимом или периодически накладывая на привратник
п тут же снимая с него шелковую лигатуру. Кроме того, вос-
произвести «стрессовую» язву у крыс можно путем внутримы-
шечного ежедневного введения преднизолона в дозе 0,5—
1 мг/100 г в течение 10—15 дней [Липовский С. М., 1969] или
перорального введения салициловой кислоты из расчета 0,3—
0,5 г/100 г на протяжении 7—10 дней на фоне предварительной
инъекции изопротеренола [Ferraina Р., 1975].
В некоторых случаях приближенную к клинике модель
«стрессовой» язвы, вернее эрозивного гастрита, у лабораторных
грызунов можно получить путем внутрибрюшного (2,5—3 мг/кг)
или энтерального (10 мг/кг) введения резерпина с последующим
охлаждением в течение 2 ч при температуре +7°C. Изъязвления
на слизистой оболочке желудка возникают спустя 14—18 ч. Дли-
тельно незаживающие язвы желудка возникают после внутри-
брюшного введения гистаминдифосфата в дозе 5 мг/кг одно-
кратно.
У собак «стрессовые» язвы развиваются при сочетании пред-
низолона с острой кровопотерей, составляющей до половины
объема циркулирующей крови, или при длительном (до 20—
30 дней) введении преднизолона в дозе до 8—10 мг/кг. В неко-
торых случаях наблюдается возникновение язв после примене-
12*
179
ния больших доз салициловой кислоты, но это бывает редко.
Это, на наш взгляд, подтверждает мнение В. X. Василенко и
соавт. (1981) о том, что для возникновения язвы под воздейст-
вием салициловой кислоты нужно, чтобы слизистая оболочка
уже была повреждена. Отсюда следует, что для приближения
модели «стрессовой» язвы к клинике, животное необходимо под-
готовить, создав патологический фон путем иммунизации, сти-
муляции секреции, введения других медикаментозных препара-
тов и т. д.
Показательна в этом отношении модель острой язвы же-
лудка, разработанная в нашей лаборатории П. И. Червяком:
собаке внутривенно или в брюшную полость однократно вводят
винкристин в дозе 0,01—0,015 мг/кг. Множественные гастродуо-
денальные изъязвления, проникающие в кишке до серозной
оболочки, образуются на 2—3-й день (рис. 59, 60). Отдельные
язвы, особенно в желудке, умеренно кровоточат. До 30% живот-
ных погибает в течение 5—7 дней после введения винкристина,
у 50%—наблюдается заживление язв, а у 20%—происходит
хронизация процесса. Возникновение изъязвлений в данном слу-
чае обусловлено подавлением регенерации клеток эпителия в
ростковых зонах желез слизистой оболочки желудка.
Язвы желудка алиментарного происхождения наиболее труд-
ные для воспроизведения, они возникают лишь у отдельных под-
опытных животных. Они могут развиться при мнимом кормле-
нии (у животных с выведенным на кожу пищеводом), в малом
желудочке, образованном по методике И. П. Павлова, при дли-
тельном голодании (собаки переносят голодание в течение
45 дней), неадекватном питании и т. д. Но, повторяем, резуль-
таты в этих случаях весьма неопределенны, и потому подобные
модели используют в экспериментальной хирургии крайне редко.
Вместе с тем пептические язвы возникают у животных вслед-
ствие нарушения хирургическим путем нормального поступле-
ния в кишечник желчи, панкреатического сока, нарушающего
процессы пищеварения. Правда, в этих случаях язвы чаще обра-
зуются на дуоденальной слизистой оболочке под воздействием
желудочного сока. С целью создания подобных нарушений либо
выключают из пассажа пищи двенадцатиперстную кишку, ана-
стомозируя с желудком тощую кишку конец в конец, либо пере-
саживают в тощую кишку устья общего желчного и панкреати-
ческого протоков, либо создают фистулу желудка по методике
И. П. Павлова изолированным отрезком кишки (рис. 61, 62, 63).
Для моделирования язв, образующихся вследствие гемоди-
намических расстройств, нарушают интраорганное кровообраще-
ние в желудке одним из известных способов: эмболизацией и
перевязкой артерий, введением в одну из артерий тромбина,
спирта и т. д., а также путем перевязки вен.
По данным В. А. Канделиса (1962), длительное (до 2 лет)
внутриартериальное введение собакам 40% раствора уротропина
по 5—10 мл 2 раза в нед (всего 885 мл) в сочетании с перио-
180
Рис. 59. Острые язвы двенадцатиперстной кишки у собаки, возникшие после
внутривенного введения винкристина по П. И. Червяку.
Рис. 60. Острые язвы желудка, возникшие после внутривенного введения
винкристина по П. И. Червяку.
Рис. 61. Выключение из пассажа пищи двенадцатиперстной кишки по В. Л. Гу
барю.
Объяснения в тексте.
Рис. 62. Создание фистулы малого желудочка по В. Л. Губарю.
Объяснения в тексте.
Рис. 63. Комбинированная
операция, сочетающая вы-
ключение двенадцатипер-
стной кишки из пассажа
и малого желудочка по
В. Л. Губарю.
Объяснения в тексте.
дическими инъекциями под кожу 1 мл скипидара для создания
очага асептического воспаления или введение с теми же интер-
валами 50% раствора мочевины по 5—10 мл и раствора уротро-
пина в тех же дозировках приводит к возникновению аденома-
тозных изменений в слизистой оболочке антрального отдела
желудка.
182
Печень
Моделирование заболеваний печени — достаточно сложная
задача, во-первых, из-за многообразия ее функций, имеющих
жизненно важное значение для организма; во-вторых, из-за осо-
бенностей ее васкуляризации, представленной двумя самостоя-
тельными системами — воротной вены и печеночной артерии.
В норме 80% крови и 60% кислорода поступает в печень по
системе воротной вены, на долю печеночной артерии приходится
соответственно 20 и 40%. Вместе с тем давление крови в сосу-
дах воротной вены составляет 8—12 мм, в печеночной артерии
120 мм, в печеночных венах — всего 1—2 мм рт. ст. Выравнива-
ние давления в обеих системах наступает лишь на уровне внут-
ридольковых сосудов, где происходит смешивание портальной и
артериальной крови, поступающей затем по печеночным венам в
поддиафрагмальный отрезок полой вены [Кисилев Б. А. и др.,
19731.
Перевязка печеночной артерии у собак особых расстройств
или поверждения печени не вызывает, но таким животным необ-
ходимо в первую неделю после операции проводить массивную
антибиотикотерапию. Перевязка воротной вены ведет к быстрой
гибели животных на фоне выраженной интоксикации и церебро-
патии. Наложение соустья между воротной и каудальной полой
венами снижает объемный кровоток в системе воротной вены
и потребление кислорода на 50%, но при правильно выполнен-
ной операции, достаточно широком соустье, сохранении артери-
ального кровотока и переводе животного на рацион с минималь-
ным содержанием мяса собаки могут жить довольно долго.
Эта операция была предложена русским врачом Н. А. Экком
(1877) и широко известна под названием «фистула Экка>.
После наложения соустья бок в бок между каудальной полой веной и
основным стволом воротной вены последнюю перевязывают и пресекают, пол-
ностью выключая печень из системы портального кровообращения. И. П. Пав-
лов отметил, что если после создания соустья перевязать не воротную, а кау-
дальную полую вену проксимальнее соустья, расстройств вообще не возникает
(«обратная фистула» Павлова—Экка).
Наряду с перевязкой воротной вены острую печеночную недо-
статочность моделируют методом гепатэктомии. В техническом
отношении эта операция особых трудностей не представляет,
но за 10—15 дней до нее у собаки необходимо создать фистулу
Экка и, только убедившись в благополучном исходе этой опе-
рации, приступать к второму этапу — собственно гепатэктомии,
которую выполняют под эндотрахеальным эфирно-кислородным
наркозом, обязательно переливая при этом внутривенно капель-
но различные растворы и медикаментозные препараты, поддер-
живающие адекватную гемодинамику и препятствующие наруше-
нию свертывающей системы крови. После вскрытия брюшной
полости последовательно перевязывают и пересекают подпече-
183
ночный отрезок каудальной полой вены, печеночную артерию, об-
наружившиеся добавочные сосуды, затем надпеченочный отрезок
полой вены, связочный аппарат печени и наконец удаляют пе-
чень. Используя сосудистый протез или канюлю, анастомозиру-
ют конец в конец отрезки полой вены, осуществляют тщатель-
ный гемостаз и послойно зашивают переднюю брюшную стенку.
Мы рекомендуем также выполнять и спленэктомию во избежание
депонирования в селезенке крови и возникновения в ближайшем
послеоперационном периоде острых гемодинамических рас-
стройств.
Гепатэктомированные собаки живут не более 48 ч и погиба-
ют от острой печеночной недостаточности в условиях интоксика-
ции продуктами незавершенного метаболизма.
Учитывая кратковременность жизни гепатэктомированных
собак, основываясь на анатомических особенностях печени соба-
ки, состоящей из пяти долей, имеющих самостоятельную сосуди-
стую ножку, мы рекомендуем проводить с целью моделирования
острой печеночной недостаточности поэтапное удаление одной
или нескольких долей. Этот метод в сочетании с различными
повреждающими воздействиями на оставшуюся паренхиму по-
зволяет изучать, кроме патогенеза и морфогенеза печеночной
недостаточности, механизмы компенсаторной гипертрофии пече-
ни, выявлять минимальный объем паренхимы, обеспечивающий
нормальное существование организма, и т. д.
Хорошие результаты в хроническом эксперименте дает перио-
дическое пережатие воротной вены надувной манжеткой (см.
7-ю главу 2-й части), а также, по данным нашей лаборатории,
введение в воротную вену через селезеночную (наиболее удоб-
ный способ) или одну из брыжеечных вен металлической спира-
ли Гиантурко, обвитой шерстяными нитями и вызывающей тром-
боз, или чистой спирали, создающей постоянно нарастающее
стенозирование воротной вены. Для введения спирали в ворот-
ную вену у наркотизированного животного вскрывают брюшную
полость, выделяют и катетеризируют селезеночную или брыжееч-
ную вену. Через катетер в воротную вену до нужного уровня,
определяемого визуально и пальпаторно, продвигают проводник
с надетой на него спиралью и сбрасывают ее в просвете вены.
Удаляют катетер, ушивают отверстие в сосуде и послойно за-
шивают рану передней брюшной стенки. Таким же способом
через катетер, введенный в нужное ответвление воротной вены,
можно эмболизироватъ ее, моделируя в зависимости от объема
эмболов и уровня эмболизации ишемические некрозы, печеноч-
ную недостаточность и т. д. Для эмболизации или установления
спирали в системе печеночной артерии последнюю катетеризи-
руют по Сельдингеру, пунктируя бедренную артерию, и под кон-
тролем рентгеновского экрана, продвигая катетер через брюш-
ную аорту, чревную артерию и общую печеночную артерию —
в собственную печеночную артерию и в ее ветви.
Используя методы селективной ангиографии и эндоваскуляр-
184
ной хирургии, В. П. Русанов и соавт.26 (1979) предложили спо-
соб выключения долей печени из кровообращения введением
в просвет долевой воротной вены надувного баллончика, обту-
рирующего просвет, и дополнительным пережатием печеночной
артерии в области печеночно-двенадцатиперстной связки. Метод
предложен для уменьшения кровопотери при частичной резек-
ции печени, однако его вполне можно использовать для воспро-
изведения долевых ишемических повреждений и острой печеноч-
ной недостаточности.
Также можно моделировать острую печеночную недостаточ-
ность и введением с пищей или подкожно токсической дозы че-
тыреххлористого углерода (CCI4). С этой целью готовят его 40—
50% раствор в подсолнечном масле и вводят из расчета 0,05—
0,1 мл/кг. Л. С. Локшин и Л. М. Пустовалова (1973) вскрывали
у собак брюшную полость, перевязывали печеночную артерию,
пузырный проток и вводили в общий желчный проток СС14 в
указанной дозировке. Острая печеночная недостаточность возни-
кала в течение 48 ч.
Ю. М. Лопухин и соавт. (1970) для моделирования острой
недостаточности печени вводили раствор СС14 собакам внутри-
венно в дозе 0,5—1 мл/кг. Животные погибали в сроки до 2 ч
после инъекции от резкого угнетения дыхания на фоне острого
токсикоза и судорог. При уменьшении дозы СС14 до 0,25 мл/кг
острая печеночная недостаточность развивается с 3—4-го дня
и длится до 7 дней. Доза 0,2 мл/кг существенного влияния на
организм собаки не оказывала. Во всех этих случаях на первый
план выступает острое отравление СС14. Типичная острая пече-
ночная недостаточность, по данным Ю. М. Лопухина и соавт.
(1970), возникает после перевязки общего желчного и пузырного
протоков и введения в протоки СС14 в дозе 0,05—0,15 мл/кг.
Н. Н. Прутовых и А. А. Паскаль (1968) разработали такую
методику: у собак предварительно сужают воротную вену теф-
лоновой муфтой до 30% от ее первоначального диаметра; через
2—4 нед внутримышечно вводят СС14 в дозе 0,3 мл/кг, раство-
ренного в 50% оливковом масле. Инъекции с интервалом 4—
5 дней продолжают в течение 5 мес. Через Р/2 мес введение
ССЦ проводят еще 3—4 раза. В результате давление крови в во-
ротной вене возрастает с 54—86 до 162—640 мм вод. ст.
Наконец, для моделирования у собак печеночной комы
В. И. Шумаков и соавт. (1978) 27 предложили вводить животным
экстракт, приготовленный из ишемизированной печени: удален-
ную из организма животного печень подвергают тепловой ише-
мии при +36,5-----1-37,5°C в течение 2!/2—ЗУг ч; погружают ее
26 Р у с а н о в В. П., С ы ч е в П. С., X л о п о в Н. А. Способ долевого вы-
ключения печени из кровообращения. Авторское свидетельство № 645647. Бюл.
№ 5, 1979.
27 Ш у м а к о в В. И., Г а л ь п е р и н Э. И., Г а б р и э л я н Н. И., Б а р а-
н о в Ф. С., Д е м и д е н к о Г. М. Способ получения вещества для моделирова-
ния печеночной комы. Авторское свидетельство № 610527. Бюл. № 22, 1978.
185
в жидкий азот, измельчают в изотоническом растворе в соотно-
шении I : 2,5 и центрифугируют 8—10 мин при 750 g; надосадоч-
ную жидкость вновь центрифугируют 20—25 мин при 14 000—
18 000 g, осадок ресуспендируют в исходном количестве раствора,
дезинтегрируют в поле ультразвука и вводят внутривенно из
расчета 4 мл/кг. У собак развивается тяжелая печеночная недо-
статочность и коматозное состояние, а мыши гибнут в 85—100%
случаев.
В опытах на крысах острую печеночную недостаточность мо-
делируют методом ингаляционного введения СС14. Крыс поме-
щают в замкнутую камеру, где в течение 3 дней поддерживают
концентрацию паров CCI4 из расчета 300 мг/м3. По данным этих
же авторов, аналогичный результат может быть получен при
однократном внутрижелудочном введении нитрозодиметиламина
в дозе 30 мг/кг. Патологический процесс возникает через 48—
72 ч [Бонашевская Т. И. и др., 1983]. При подкожном или внут-
рибрюшинном введении СС14 острая печеночная недостаточность
возникает через 24—48 ч после однократной инъекции препара-
та в дозе 0,5 мл/100 г массы [Фишер А., 1961].
Хроническая печеночная недостаточность развивается при
длительно существующих заболеваниях, таких, в частности, как
цирроз, гепатит и др.
Цирроз печени моделируют чаще всего путем длительного
введения малых доз гепатотропных ядов, например того же
СС14. А. Фишер (1961) указывает, что если собакам 2 раза в не-
делю скармливать с пищей по 3—5 мл раствора СС14, то цирроз
у них разовьется через 6 мес, если давать ежедневно по 10 мл
и содержать животных на рационе, включающем только хлеб
и сало, цирроз возникает уже через несколько недель, а скарм-
ливание 3 раза в неделю по 2 мл приводит к развитию цирроза
печени с асцитом через 2 мес. Аналогичные изменения возника-
ют в печени при длительном контакте с хлороформом, тринитро-
толуолом.
Для ускоренного получения модели цирроза введение гепа-
тотропных ядов сочетают с дополнительной инъекцией бактерий
или перевязкой или (сужением) общего желчного протока. Так,
например, J. Opie еще в 1910 г. [цит. по Д. С. Саркисову и
П. И. Ремезову (I960)] подкожно или внутрибрюшинно инъеци-
ровал собакам в течение 4 дней по 0,5 мл/кг хлороформа, на
5-й день вводил в яремную вену 0,5 мл суточной культуры Е. со-
И и наблюдал развитие центролобулярного некроза с переходом
в цирроз через 23 дня после инъекции бактерий.
С целью максимального сближения модели цирроза печени
с клиникой Д. С. Саркисов и соавт. (1965) разработали в опы-
тах следующую методику. Подопытным кроликам подкожно
2 раза в неделю вводят 40% раствор СС14 в персиковом масле
из расчета 0,2 мл/кг. После 12—14 инъекций концентрация
у-глобулина в крови возрастает до 20—22%, а альбумина сни-
186
жается до 40—50%, что указывает на развитие печеночной недо-
статочности.
В этот момент делают перерыв (на 30—40 дней), в течение
которого изменения в печени в значительной степени подверга-
ются обратному развитию и нормализуется концентрация бел«
ков крови. Затем выполняют еще 8—10 инъекций и вновь дела-
ют перерыв и т. д. Через каждые 2—3 мес путем лапароскопии
осматривают печень и делают биопсию.
Изменения дистрофического характера обнаруживаются уже
после 4-й инъекции СС14. Процесс формирования цирроза начи-
нается через IV2—2 мес от начала эксперимента, спустя 3-^
4 мес патологический процесс выражен достаточно отчетливо.
Учитывая трудности, наблюдающиеся при моделировании
цирроза печени, необходимость длительного эксперимента, на
практике чаще воспроизводят один из ведущих синдромов цир-
роза — портальную гипертензию, что требует меньше времени
и усилий. Различают портальную гипертензию, возникающую
при внепеченочном блоке воротной вены, внутрипеченочном бло-
ке и затруднении оттока по печеночным венам.
Внепеченочный блок, развивающийся при нарушении проходи-
мости основного ствола воротной вены, моделируют, сужая его
лигатурой, накладываемой непосредственно у ворот печени
(наименее обоснованный патофизиологический вариант),сочетая
наложение лигатуры с введением в окружающую клетчатку ве-
ществ, вызывающих воспаление, накладывая различные спира-
ли, манжеты и т. д. Развитие коллатералей и изменения в строе-
нии венозного русла органов брюшной полости и дистрофиче-
ские повреждения печеночных клеток отмечаются через 3—
4 нед. Но при сужении просвета воротной вены более чем на
40—50% возникает прогрессирующая печеночная недостаточ-
ность и животные гибнут спустя 1—2 мес.
Портальную гипертензию, вызванную внутрипеченочным бло-
ком, воспроизвести труднее всего. Она может возникнуть у жи-
вотных с выраженным циррозом печени, особенно развившимся
на фоне центролобулярного некроза. Однако в этих условиях
воспроизводимость портальной гипертензии невелика и не превы-
шает 30—40%, следовательно, результаты опыта практически
непрогнозируемы. Более реальный путь — селективная катетери-
зация внутрипеченочных разветвлений воротной вены и их эмбо-
лизация микросферами. Воспроизводимость патологического про-
цесса в данном случае тоже невысока и составляет 50—55%, но
перспективность метода несомненна и при накоплении опреде-
ленного опыта она, конечно, возрастет.
Портальную гипертензию, возникающую из-за нарушения от-
тока по печеночным венам, моделируют двумя способами: 1) су-
жением полой вены проксимальнее впадения печеночных вен под
диафрагмой или сразу же над ней лигатурой, прошиванием или
другим каким-либо способом; 2) обтурацией устьев печеночных
вен полой трубкой, препятствующей оттоку крови от печени, или
187
надувного баллончика, располагающегося непосредственно в
области устьев печеночных вен, либо проксимальнее их; 3) пол-
ной или частичной окклюзией печеночных вен спиралями типа
Гиантурко.
В техническом плане первая группа методов выполняется
без особых сложностей. После вскрытия брюшной полости пра-
вую реберную дугу крючком или брюшным зеркалом макси-
мально оттягивают кверху, а печень — каудально. Становятся
хорошо видимыми поддиафрагмальный отрезок каудальной по-
лой вены и впадающие в нее печеночные вены. Проксимальнее
этих вен в клетчатке, окружающей полую вену, тупым путем
делают туннель, подводят толстую лигатуру или полоску какой-
либо ткани и осторожно затягивают ее, суживая просвет вены.
Если предполагается сузить наддиафрагмальный отрезок полой
вены, выполняют торакотомию в шестом межреберье, но в таком
случае необходимо интубировать животное и проводить опера-
цию в условиях ИВЛ. При этом следует помнить, что стенка
полой вены в области впадения печеночных вен чрезвычайно
тонка и ушить ее при повреждении практически невозможно,
поэтому все манипуляции нужно выполнять крайне вниматель-
но и осторожно.
Для оккклюзии печеночных вен надувным баллоном (типа
Фогарти) вскрывают бедренную вену, через отверстие вводят
катетер с баллончиком на конце, продвигают его до нужного
уровня и раздувают. Недостаток этого метода заключается в
том, что оставить раздутый баллон в полой вене нельзя, так
как одновременно окклюзируется и ее просвет, что ведет к раз-
витию синдрома каудальной полой вены. Поэтому баллон разду-
вают ежедневно на 2—2’/2 ч в течение 2—4 нед, оставляя его
в вене в спавшемся состоянии все остальное время. Неудобства
метода, к тому же чреватого опасностью развития тромбоза,
очевидны. Поэтому лучше пользоваться для окклюзии полых вен
специальной полой трубкой по наружным диаметрам, равным
просвету полой вены. Для установки трубки вскрывают каудаль-
ную полую вену проксимальнее почечных вен, вводят трубку
длиной 3—4 см, продвигают ее так, чтобы ее концы выступали
проксимальнее и дистальнее печеночных вен и ушивают отвер-
стие в каудальной полой вене.
По нашим данным, более перспективен метод моделирования
окклюзии печеночных вен (синдром Бадда—Хиари) путем их
селективной катетеризации. В эксперименте он впервые был
осуществлен К. Bleichroder (1912), а в клинике — П. Н. Мазае-
вым (1937) [Ганичкин А. М. и др., 1972].
С этой целью катетер через правую яремную вену и правое
предсердие продвигают в полую вену, а оттуда — последователь-
но в каждую из печеночных вен. Через катетер вводят провод-
ник со спиралью, подобранной с таким расчетом, чтобы диа-
метр ее витков несколько превышал диаметр печеночных вен,
что иозволит плотно фиксировать спираль в вене. Затем кате-
188
тер с проводником удаляют и яремную вену перевязывают. Если
предполагают моделировать острую окклюзию, используют спи-
раль Гиантурко с пучком шерстяных ниток, способствующих
возникновению тромбоза. Если нужно моделировать медленное
развитие тромбоза или частично окклюзию, вводят металличе-
ские спирали без этих нитей. Спустя 2 нед такая спираль проч-
но фиксируется к стенке вены, на нее откладывается слой фиб-
рина и просвет вены суживается примерно на 25—30%. В по-
следующем просвет вены прогрессивно уменьшается и может
наступить полная окклюзия.
Следствием портальной гипертензии, развивающейся при ок-
клюзии печеночных вен, является не только цирроз цечени, но и
асцит. Эта модель более всего близка к реальным условиям
клиники. Следствием портальной гипертензии наряду с асцитом
являются развитие обширных коллатералей и варикозные рас-
ширения вен внутренних органов: желудка, пищевода, селезенки
я др.
Кроме острой печеночной недостаточности и цирроза печени,
в условиях эксперимента на животных, в том числе собаках,
удается успешно моделировать механическую желтуху и холе-
стаз, а также гепатит.
Механическую желтуху и холестаз воспроизводят путем пе-
ревязки и пересечения общего желчного протока (дистальнее
впадения в него выводных протоков каждой из пяти долей) в
сочетании с холецистэктомией. Если по условиям эксперимента
•требуется получить лишь холестаз и холангит, у подопытного
животного выделяют общий желчный проток из элементов пече-
ночно-двенадцатиперстной связки и накладывают на него надув-
ную манжету, выводя воздуховод на кожу. Операцию заканчива-
ют холецистэктомией. Периодически раздувая манжету, сдавли-
вают общий желчный проток на 2—3 ч ежедневно в течение
1 мес. Как правило, при этом наблюдается развитие восходящей
•инфекции желчных путей. Если инфекция не возникает, через
1 нед после операции достаточно ввести в желчные пути
500 000 000 микробных тел суточной культуры Е. coli. После пе-
ревязки общего желчного протока собаки живут не более 7, в.
отдельных случаях — 10 дней.
Гепатит моделируют чаще всего путем индуцирования имму-
нопатологических реакций, преимущественно у лабораторных
грызунов. В частности, В. Н. Тугаринова и соавт. (1973) гомоге-
низировали печень кроликов, выделяли безъядерную фракцию
гепатоцитов и вводили ее подопытным кроликам 19 раз с интер-
валом 2—3 дня. Через 3 нед после последней инъекции антиге-
на возникало поражение печени, морфологически сходное с ин-
терстициальным гепатитом человека, протекающим с проявле-
ниями гиперчувствительности замедленного типа; в сыворотке
нрови выявлялись антитела против тканей печени.
По данным Л. С. Бирюковой (1966), Л. Е. Щедренко и
Л. С. Бирюковой (1966), у кроликов и собак выраженный гепа-
189
тит аутоиммунного происхождения возникает после внутривен-
ного или сочетанного внутривенного и внутритканевого введения
гепатоцитотоксических сывороток из расчета 2—3 мл/кг. Пора-
жение усиливается, если одновременно в ткань печени и внут-
ривенно вводят 300 000000 микробных тел Е. coli.
По методу Е. А. Столярова (1985), хронический гепатит мо-
делируют следующим образом. Иммунизируя кроликов тканью-
печени, получают цитотоксическую противопеченочную сыворот-
ку. Затем готовят экстракт из печени, полученной от больных
циррозом. Для воспроизведения хронического гепатита противо-
печеночную сыворотку и экстракт вводят подкожно кроликам
одновременно 3-кратно в сочетании с полным адъювантом
Фрейнда. Патологический процесс возникает через 6 мес.
Гидропическая дистрофия гепатоцитов, микроочаги некроза,
усиленное развитие соединительной ткани в паренхиме печени
возникают в результате систематических подкожных инъекций
тканевых аллогенных антигенов в дозе до 5 мг белка/кг 3—5-
раз с интервалами до 5 дней. Аналогичные изменения возникают
и после введения других тканевых антигенов, но они не столь
резко выражены и проявляют тенденцию к обратному развитию
в течение 2—3 нед после отмены.
Поджелудочная железа
Данный орган в силу анатомо-физиологических особенностей
весьма активно реагирует на различные раздражители и повреж-
дающие воздействия острым отеком и нарушениями внутриор-
ганной гемодинамики. Г. Н. Акжигитов (1974) выявил у 800
больных 1412 причин, приведших к возникновению панкреатита.
Отсюда следует, что моделирование острого панкреатита —
относительно простая задача. Можно объединить в три группы
большое число известных моделей: 1-я — каналикулярно-гипер-
тензионные; 2-я—сосудисто-аллергические; 3-я — травматиче-
ские и токсико-инфекционные.
Каналикулярно-гипертензионные модели острого панкреатита
воспроизводят следующим образом.
У наркотизированного животного, в частности собаки, вскрывают брюш-
ную полость. В рану извлекают двенадцатиперстную кишку с прилегающей к
ней средней долей поджелудочной железы. Примерно на 1 см проксимальнее
места ее перехода в правую долю и отделения от двенадцатиперстной кишки
рассекают брюшину между кишкой и железой, перевязывают и пересекают про-
ходящие здесь мелкие панкреатодуоденальные сосуды и отыскивают основной
ствол выводного протока поджелудочной железы: он виден как белесоватый
тяж длиной до 4 мм и диаметром 1—2 мм. Под него подводят 1—2 лигатуры.
При моделировании панкреатита, обусловленного только на-
рушением оттока секрета по главному выводному протоку, ли-
гатуры затягивают и проток между ними пересекают. На этом
операцию заканчивают и после тщательного гемостаза рану
передней стенки послойно зашивают наглухо. После нерезко
190
выраженной фазы острого панкреатита спустя 3—4 нед начина-
ется процесс замещения экзокринной паренхимы железы соеди-
нительной тканью, заканчивающийся фиброзом поджелудочной
железы. Эндокринная паренхима при этом сохраняется в тече-
ние 2—3 лет. Острую фазу панкреатита можно значительно уси-
лить, стимулируя панкреатическую секрецию введением пилокар-
пина, простигмина, витамина А, сульфата магния и других
медикаментозных препаратов, растворов гидрохлористой кисло-
ты, обильным кормлением хлебом и молоком.
Так, например, А. Д. Перельман (1984) 28 моделировал ост-
рый деструктивный панкреатит путем перевязки выводного про-
тока поджелудочной железы с последующим введением непо-
средственно в проток и ткань железы 0,05—0,1% раствора пи-
локарпина из расчета 0,22—0,29 мг/кг массы тела.
Следеут подчеркнуть, что панкреатит в том смысле, как его
понимают в клинике, не возникает, а острые скоропроходящие
явления развиваются.
В основном, как установил еще И. П. Павлов, после перевяз-
ки выводного протока медленно и неуклонно развивается фиб-
роз поджелудочной железы, причем при восстановлении прохо-
димости протока возможно обратное развитие процесса.
В современных условиях вместо перевязки протока аналогич-
ный результат получают введением в протоки поджелудочной
железы около 3 мл неопрена, латекса, какого-либо медицинско-
го клея или других нетоксичных, быстро полимеризующихся
веществ. Указанные вещества достигают вставочных протоков
и закупоривают их. Вследствие этого скапливающийся в ацину-
сах секрет всасывается в кровь и лимфу, а экзокринная парен-
хима подвергается склерозу без острого панкреатита. Если поли-
мер проникает в паренхиму из-за повреждения эпителия прото-
ков, то развивается очаговый панкреонекроз.
Поэтому для моделирования острого панкреатита перевязку
выводного протока сочетают с введением в него самых различ-
ных веществ — от дистиллированной воды до кишечного содер-
жимого.
Все эти варианты методики воспроизведения острого пан-
креатита введением в выводной проток различных веществ осно-
ваны на том, что избыточный объем вводимого вещества резко
повышает давление во вставочных протоках и полости ацинуса.
В результате возникает отек паренхимы, а затем (в зависимо-
сти от величины избыточного давления, цитотоксических свойств
введенного вещества, степени повреждения эпителия выводных
протоков и мембран ацинарных клеток) он может перейти в
деструктивный панкреатит. Избыточное давление достигают
введением в протоки жидкости в количестве, заведомо превы-
шающем их вместимость.
28Перельман А. Д. Способ моделирования острого панкреатита. Ав-
торское свидетельство № 1105191. Бюл. № 28, 1984.
191
По нашим данным, у собаки массой 15—18 кг система вы-
водных протоков поджелудочной железы вмещает до 2,0—2,5 мл
жидкости. По данным А. С. Зарзар (1969), резервная емкость
протоков железы, т. е. степень растяжения под влиянием избы-
точного количества жидкости, составляет примерно еще 0,1 —
0,15 мл. Допустимое давление при панкреатографии не превы-
шает 150—200 мм вод. ст. (давление в фазе пищеварения со-
ставляет 26—38 мм вод. ст.). Появление тканевой фазы (пят-
нистости) при контрастировании протоков свидетельствует об их
повреждении (рис. 64).
На этом явлении основана модель геморрагического пан»
креатита, предложенная 1. Roch и соавт. (1975): у собак выпол-
няют чреспеченочную катетеризацию воротной вены, одновре-
менно вводят катетер через яремную вену в устья печеночных
вен и вливают через оба катетера массивную дозу контрастного
вещества. При этом происходит пенетрация мелких вен подже-
лудочной железы, экстравазация контраста и развивается ост-
рый геморрагический панкреатит. Таким образом, для модели-
рования панкреатита по каналикулярно-гипертензионному типу
необходимо сочетание избыточного объема вводимой в протока
жидкости, избыточного давления и застоя секрета. Чем выше
эти показатели и длительнее застой, тем более тяжелым будет
течение острого панкреатита. Практически это означает, чта
объем жидкости должен составлять не менее 4—5 мл, а давле-
ние для изотонического раствора хлорида натрия должно превы-
шать 50 см вод. ст., для желчи — 30 см вод. ст. Наиболее острый'
процесс возникает при введении в протоки желчи, трипсина и
других веществ в сочетании с кишечным содержимым на фоне
повышенной секреции. Панкреатит возникает в течение 24 ч, и
спустя 3 сут животное, как правило, погибает. Описано много
таких моделей, но все они однотипны по методике и отличаются?
лишь набором вводимых веществ, поэтому мы не рассматриваем
каждую модель в отдельности, а отсылаем читателя к обзорным
работам А. С. Сыновей и соавт. (1973) и И. Б. Дименштейна
(1973).
Вместе с тем, согласно данным, полученным в нашей лабо-
ратории, острый панкреатит может быть воспроизведен и без.
создания гипертензии в протоках на фоне застоя секрета. После
выделения основного ствола выводного протока поджелудочной
железы (рис. 65) специальной иглой пунктируют двенадцатипер-
стную кишку (рис. 66, 67), вводят ее в отверстие выводного
протока, фиксируют иглу в протоке лигатурой и заполняют си-
стему протоков 2—4 мл 1 % раствора перманганата калия, ста-
раясь не повредить протоки. Затем снимают лигатуру, удаляют
иглу и герметизируют стенку кишки. Через 10—20 мин возника-
ет острый отек поджелудочной железы с последующим развити-
ем типичного острого панкреатита (рис. 68). Если ввести боль-
шие количества раствора, эпителий и стенка протоков поврежда-
ются, что ведет к геморрагическому некрозу и деструктивному
192
Рис. 64. Выводные протоки поджелудочной железы собаки после введения
избыточного количества инъекционной массы (пенопласт в смеси со свинцовым.
суриком). Рентгенограмма.
панкреатиту (рис. 69). Если же количество введенного раствора'
будет минимальным (2—3 мл), возникает склерозирование под-
желудочной железы, развивающееся без клинически выражен-
ной фазы острого и деструктивного панкреатита (рис. 70).
Воспроизведение острого панкреатита без перевязки вывод-
ного протока железы, по данным А. А. Трояшкина (1970), до-
13 Заказ № 418
193
Рис. 65. Выделение выводного протока поджелудочной железы собаки.
$ — двенадцатиперстная кишка; 2 — средняя доля поджелудочной железы; 3 — вывод
ной проток поджелудочной железы.
4рис. 66. Набор специальных канюлей, предназначенных для введения раство
ров в выводной проток поджелудочной железы.
1И#я
Mi^WwWO
see
':: '.. ’
Рис. 67. Канюляция выводного протока поджелудочной железы. Просвет?
двенадцатиперстной кишки вскрыт.
Рис. 68. Острый отек поджелудочной железы через 15 мин после введения
в ее протоки 1% раствора перманганата калия.
Рис. 69. Острый геморрагический некроз поджелудочной железы после введе-
ния в выводные протоки 2 мл 1 % раствора перманганата калия.
Окраска гематоксилином и эозином. ><180.
Рис. 70. Склерозирование поджелудочной железы через 1 мес после введения
в выводные протоки 1% раствора перманганата калия.
Окраска гематоксилином и эозином. /180.
стирается одновременным введением в проток стафилококкового
а-токсина и фермента лецитовителлазы. Сам фермент не вызы-
вает каких-либо изменений в железе, а в сочетании с токсином—
индуцирует панкреонекроз. Если токсин вводят совместно с ан-
титоксической сывороткой, нейтрализующей его гемолитическую
активность, возникает очаговый некроз.
Модель острого панкреатита может быть получена при пере-
вязке выводного панкреатического протока, грудного протока и
введении в протоки железы трипсина. В ряде случаев острый
панкреатит с явлениями геморрагического некроза вызывают и
без введения трипсина. Патологический процесс возникает в те-
чение 48 ч после перевязки обоих протоков. Есть сведения о воз-
никновении острого панкреатита у собак после перевязки только
грудного (лимфатического) протока и одновременно стимуляции
панкреатической секреции [Огнев Ю. В., Алексеев А. А., 1976].
Эта группа моделей тем более интересна, что роль лимфатиче-
ской системы в патогенезе острого панкреатита изучена недо-
статочно.
Сосудисто-аллергические модели острого панкреатита в сущ-
ности отражают возросшую роль иммунных реакций в патоло-
гии человека. Модели чисто сосудистого генеза относительно
сложны для воспроизведения. Прежде всего это связано с тем,
что перевязка экстраорганных сосудов поджелудочной железы
очень редко сопровождается развитием острого панкреатита.
Для его воспроизведения нужна окклюзия мелких интраорган-
ных артерий или даже артериол. Патологический процесс возни-
кает в таком случае у большинства животных потому, что меж-
артериальные анастомозы в паренхиме железы функционально
неполноценны и при их окклюзии, особенно множественной, по-
являются мелкоочаговые ишемические некрозы, служащие
основой деструктивного панкреатита. Для моделирования забо-
левания в данном случае применяют метод эмболизации. Нача-
ло подобным экспериментам положил О. Pannum (1962), на-
блюдавший геморрагический пакреатит и панкреонекроз у собак
после введения воска в интраорганные артерии поджелудочной
железы.
Окклюзия экстраорганных и магистральных артерий или вен
к развитию острого панкреатита не приводит. Одномоментная их
перевязка сопровождается острой ишемией, тотальным некрозом
и гибелью подопытного животного на 3-й день после операции.
Основываясь на том, что артериальное кровоснабжение подже-
лудочной железы построено по сегментарному типу, можно мо-
делировать сегментарный ишемический некроз перевязкой, на-
пример, селезеночной или панкреатодуоденальной артерий
{Аскеров А. М. и др., 1970]. Некроз в таком случае действитель-
но разовьется только в зоне васкуляризации соответствующих
.артерий, но примерно 85—90% животных погибает на 2—3-й
день от перитонита.
Аллергические модели острого панкреатита основаны на вос-
197
произведении местного феномена Артюса или Швартцмана, хотя
последний является не столько аллергическим феноменом, сколь-
ко местным проявлением ДВС. Методика их воспроизведения
дана в 3-й главе 2-й части. Иммунизация животного тканевыми
антигенами или введение панкреатоцитотоксических сывороток
без дополнительных воздействий вызывает в железе лишь хро-
нический процесс.
Поэтому наиболее удачные сосудисто-аллергические модели
острого панкреатита могут быть получены при сочетании не-
скольких повреждающих факторов.
Примером служит модель геморрагического панкреонекроза,
разработанная в нашей лаборатории А. И. Скопинцевой: собаку
сенсибилизируют путем подкожного трехкратного введения
гемологичного антигена поджелудочной железы в дозе 2—5 мг
белка/кг с интервалом 5—7 дней; через 7 дней после последнего
введения антигена вскрывают брюшную полость, перевязывают
вены поджелудочной железы у самого выхода их из паренхимы
органа и травмируют поджелудочную железу на каком-либо
участке (лучше в области левой доли вблизи от ворот селезен-
ки). Геморрагический панкреонекроз развивается уже на 2-й
день, а на 3—5-й день собака погибает от перитонита, причем
на сальнике и брыжейке кишечника образуются стеатонекрозы.
Аналогичным образом, инфицируя (вместо нанесения травмы)
желчный пузырь и полость двенадцатиперстной кишки условно-
патогенной грамотрицательной микрофлорой, моделируют ост-
рый деструктивный холецистопанкреатит, осложняющийся в ря-
де случаев гнойным панкреатитом или абсцессом поджелудочной
железы.
Хорошие результаты дает моделирование панкреатита по спо-
собу, предложенному Л. Н. Огеленко и Л. Е. Щедренко (1976):
собаке в ткань поджелудочной железы вводят панкреатоцито-
токсическую сыворотку в комбинации с условно-патогенным»
микроорганизмами. Через 24 ч наблюдается отек железы, пере-
ходящий затем в обширный некроз и гнойный панкреатит.
Довольно сложна технически, но весьма близка к реальной
клинике модель, предложенная В. В. Чаплинским и А. И. Гна-
тышаком (1972): собаке вводят через зонд в желудок ССЦ в
дозе 2 мл/кг. Затем ее сенсибилизируют 6-кратным подкожным
введением нормальной лошадиной сыворотки в дозе 2 мл/кг с
интервалом 5—6 дней. Через 10 дней после суточного голодания
дают обильную жирную пищу (30 г/кг) и 96° алкоголь
(5 мл/кг). Воспроизводимость острого панкреатита составляет
80—90%.
Примером модели, отражающей теорию «общего канала», в
основе которой лежит представление о рефлюксе желчи в про-
токи поджелудочной железы как причине развития острого пан-
креатита, может служить методика К. В. Гребневой (1971).
У собаки вскрывают брюшную полость, выполняют дуоденото-
мию, катетером соединяют общий желчный и главный пэикреа-
198
тшческий протоки, а затем инфицируют желчь стафилококком.
Травматические методы моделирования панкреатита основа-
ны на введении непосредственно в ткань поджелудочной железы
.желчи, скипидара, кислот, солей, масла и других раздражите-
лей, термокоагуляции, орошении хлорэтилом и т. д. Исходом
‘Подобных воздействий является склероз паренхимы.
В нашей лаборатории с этой целью используют криогенный
метод, разработанный при участии В. А. Бережной, Ю. Н. Мусь-
кина и Я. В. Жаркова.
После извлечения через лапаротомное отверстие поджелудочной железы
на ее поверхности устанавливают аппликатор установки «Криоэлектроника»,
замораживают нужных размеров участок до температуры от —25 °C до
—100 °C и ниже, поддерживают эту температуру в течение 3—5 мин, а затем
размораживают. На участке, подвергшемся криовоздействию, возникает ост-
рый геморрагический панкреатит с исходом в очаговый некроз и склероз. При-
легающие участки железы остаются интактными. Если площадь криодеструкции
превышает 30% площади всей железы, животное погибает. Деструкции под-
вергается как эндо-, так и экзокринная ткань.
Моделирование хронического панкреатита берет начало в
лаборатории И. П. Павлова (1898), воспроизводившего патоло-
гический процесс путем перевязки выводных протоков подже-
лудочной железы, но, несмотря на столь длительную историю,
по-прежнему остается сложной задачей.
Помимо этой простейшей методики, хронический панкреатит
с исходом в склероз развивается при окклюзии протоков различ-
ными полимеризующимися материалами, введением в протоки
2—3 мл раствора перманганата калия и т. д. Хронический пан-
креатит, характеризующийся развитием внутри- и междольковой
соединительной ткани на фоне иммунного воспаления, наблюда-
ется как следствие длительного введения панкреатоцитотокси-
ческих сывороток в дозе 0,3—0,5 мл/кг при титре 1:20— 1 : 640
по Л. И. Фоменко (1972) или гомологичных антигенов поджелу-
дочной железы в дозе, не превышающей 5—6 мг белка/кг, в со-
четании с последующей перевязкой вен поджелудочной железы
на уровне выхода их из паренхимы органа.
Согласно данным В. И. Русакова и соавт. (1981), хрониче-
ский панкреатит возникает у собак после 3-кратного в течение
5 дней введения под кожу смеси, состоящей из 50% гомогената
поджелудочной железы, 0,6—0,7% раствора полиакриловой кис-
лоты и адъюванта Фрейнда.
Согласно наблюдениям В. Templin и соавт. (1977), у мышей
линии СВА хронический панкреатит формируется на фоне еже-
недельного введения гомогената сингенной поджелудочной желе-
зы с адъювантом Фрейнда в течение 8 мес.
Интересная, хотя и сложная технически, модель предложена
К. Д. Тоскиным и соавт. (1966): у собаки резецируют приврат-
ник, накладывают гастроэнтероанастомоз, а дуоденальную куль-
тю выводят на кожу и заключают в филатовский стебель по ти-
пу «чемоданной ручки». Периодическим пережатием ее на опре-
199
деленное время создают дуоденостаз, ведущий к развитию
типичного хронического панкреатита. Более простые методы
предложены В. И. Соколовым (1971) и Н. И. Жандаровым и
соавт. (1973): дуоденостаз, ведущий к развитию хронического
панкреатита, моделируют, суживая просвет двенадцатиперстной
кишки, дистальнее впадения в нее выводного панкреатического
протока лавсановой лентой или резиновым кольцом. В ряде
случаев, как показали Н. И. Жандаров и соавт. (1973), хрони-
ческий панкреатит возникает при длительной недостаточности
сфинктера выводного протока поджелудочной железы, что до-
стигают укрепляя в его просвете катетер, выступающий в две-
надцатиперстную кишку.
Д. Ф. Благовидов и соавт. (1966) наблюдали развитие диф-
фузных склеротических изменений в поджелудочной железе у
собак после 10 инъекций в паренхиму каждой из 3 долей скипи-
дара по 0,1 мл на каждую инъекцию (всего было введено 3 мл
скипидара).
В последние годы исследователей все чаще привлекают ме-
таболические модели панкреатита, хотя их обычно воспроизво-
дят на лабораторных грызунах. Р. Lombardi и соавт. (1975)
установили, что если мышей содержать на холин-дефицитной
диете, а затем добавить в пищу 5% раствор этионина, они по-
гибают от острого геморрагического панкреатита. В то же вре-
мя, по данным С. Michel и соавт. (1982), у крыс, находящихся
на безбелковом рационе, после ежедневного внутрибрюшного в
течение 7 дней введения этионина из расчета 700 мг/кг возни-
кает хронический панкреатит. Наши наблюдения, проведенные
совместно с Е. Б. Медвецким, показали, что если крысам еже-
дневно в течение 6 мес добавлять в пищу 10 мг/кг водного рас-
твора фенола, к концу опыта у них выявляется значительное
развитие в железе соединительной ткани, замещающей ацинусы
и образующей на отдельных участках кистоподобные структу-
ры, при отсутствии каких-либо признаков острого воспаления
(рис. 71, 72).
Различные изменения в поджелудочной железе — от отека
до некроза — можно также получить путем внутривенного и
внутритканевого введения асцитической жидкости, взятой от
больных или животных с деструктивными формами панкреати-
та, сыворотки из крови или экстрактов, приготовленных из
пораженной ткани поджелудочной железы.
Одно из осложнений деструктивного панкреатита — киста
поджелудочной железы. В связи со значительными трудностями
воспроизведения этого осложнения в эксперименте его патогенез
изучен недостаточно. Описана методика моделирования кисты
поджелудочной железы, предложенная Т. Williams [цит. по
Г. Д. Вилявину и соавт. (1970)]: у животного вскрывают брюш-
ную полость и в малый сальник помещают ватно-марлевую по-
душечку. Через 3—4 нед после сформирования вокруг подушеч-
ки соединительнотканной капсулы собаку реоперируют и им-
200
Рис. 71. Хронический панкреатит, развившийся после систематического введе-
ния с пищей фенола.
Окраска гематоксилином и эозином. Х180.
Рис. 72. Разросшиеся кистоподобные структуры в паренхиме поджелудочной
железы при систематическом введении с пищей фенола.
Окраска гематоксилином и эозином. Х180.
плантируют выводной проток поджелудочной железы в образо-
вавшуюся полость. Полагают, что в результате создается модель
ложной кисты поджелудочной железы.
В нашей лаборатории при участии Б. А. Мизаушева разра-
ботана модель истинной кисты поджелудочной железы. У соба-
ки вскрывают брюшную полость, в рану извлекают левую долю
поджелудочной железы; тупым инструментом повреждают па-
ренхиму, разрывая при этом мелкие кровеносные сосуды и вы-
водные протоки. Не останавливая кровотечения, обкалывают
края поврежденной ткани 96° спиртом; покрывают дефект поли-
этиленовой пленкой (чтобы ограничить этот участок от большо-
го сальника) и фиксируют его по краям атравматическим швом;,
погружают железу в брюшную полость и ушивают рану перед-
ней брюшной стенки. Киста, имеющая эпителиальную выстилку
и заполненная сливкообразной массой, образуется через 1 мес
после операции (рис. 73, 74). Воспроизводимость составляет
100%.
Моделирование сахарного диабета. Классической моделью
сахарного диабета считается панкреатэктомия, предложенная
К. Mering и О. Minkowski (1889), которые доказали, что воз-
никновение диабета непосредственно связано с функцией под-
желудочной железы, а уже в 1901 г. Л. В. Соболев, перевязывая
панкреатический проток, установил, что структурой, ответствен-
ной за регуляцию углеводного обмена, являются панкреатиче-
ские островки. Панкреатэктомированные собаки без введения
инсулина живут до 7 дней. При субтотальной резекции подже-
лудочной железы в зависимости от количества удаленной ткани
можно получить так называемый хирургический сахарный диа-
бет различной тяжести: от скрытой формы до резко выражен-
ной, требующей систематического введения значительных доз
инсулина. Следует лишь помнить, что у собаки основная масса
островковой ткани расположена в левой доле, несколько меньше
ее в средней доле, примыкающей к двенадцатиперстной кишке,
в правой доле панкреатических островков крайне мало. После
резекции поджелудочной железы число островков может возрас-
ти в 2—3 раза, некоторые из них гипертрофируются. Детально
все аспекты моделирования сахарного диабета и многочислен-
ные способы его воспроизведения рассмотрены в монографии
В. Г. Баранова и соавт. (1983) «Экспериментальный сахарный
диабет: роль в клинической диабетологии». Поэтому мы остано-
вимся лишь на принципиально важных моментах и опишем наи-
более часто используемые на практике модели, главным обра-
зом применительно к работе с собаками.
В настоящее время наиболее популярна аллоксановая модель
сахарного диабета. Она существует с 1937 г. и сейчас изучена
довольно подробно на многих видах животных. Аллоксан — бе-
лое кристаллическое соединение, представляющее собой уреид
мезоксалевой кислоты, растворяется в воде, эфире и спирте. О»
содержится в плазме крови здоровых людей, собак и крыс в
202
Рис. 73. Киста поджелудочной железы. Макропрепарат.
Рис. 74. Разросшаяся соединительная ткань в поджелудочной железе через
3 мес после моделирования кисты.
Окраска гематоксилином и эозином. Х180.
количестве 0,15—0,25 мг/100 мл. После введения глюкозы со-
держание аллоксана возрастает [Баранов В. Г. и др., 1983].
Чаще всего аллоксановый диабет воспроизводят на крысах.
А. С. Ефимов и соавт. (1981) отмечали повышение содержания
глюкозы в крови у подопытных животных до 300 мг% и более,
глюкозурию, полидипсию, полиурию и развитие ангиопатий
(крысы линии Вистар) после однократного подкожного введе-
ния им 150 мг/кг 5% водного раствора аллоксана фирмы «Хе-
мапол».
Диабетогенная доза аллоксана для собак составляет 50—
100 мг/кг. Ее вводят однократно внутривенно. При повторных
введениях (если после первой инъекции диабет не возник) тре-
буется увеличить дозу из-за появляющейся резистентности к
аллоксану: при этом возникает уже не столько диабетогенный,
сколько общетоксический эффект. Воспроизводимость модели
составляет 85%. По данным В. Г. Баранова и соавт. (1983),
аллоксановый диабет протекает в форме токсической реакции
(диабетико-уремический синдром), острого диабета, сопровож-
дающегося гибелью животного на 5—10-й день от ацидоза; хро-
нического диабета, длящегося у собак до 5—6 лет; приступооб-
разного диабета (у крыс — преходящий диабет, самоизлечиваю-
щийся через 3—4 нед); почечного диабета. Возможна и выра-
женная резистентность к аллоксану.
Диабетогенным действием обладает и противоопухолевый
антибиотик стрептозотоцин. В связи с его высокой токсичностью*
(для собак его LDso составляет 25—50 мг/кг) для воспроизведе-
ния диабета у собак препарат вводят внутривенно в течение-
3 дней в дозе 15 мг/кг. Введение никотинамида отменяет диабе-
тогенное действие стрептозотоцина, если его ввести за 10—
30 мин перед стрептозотоцином или не позже чем через 30—
60 мин после него.
Основываясь на том, что в р-клетках панкреатических ост-
ровков, кроме инсулина, присутствует цинк, образующий с ним
труднорастворимые комплексы, собственно и обеспечивающие
эффективность действия инсулина, одним из способов модели-
рования сахарного диабета может служить введение конкурен-
тов инсулина в такие комплексы. Одним из подобных средств
является дитизон, однако у собак он вызывает лишь кратковре-
менную гипергликемию, проходящую в течение 1 сут. С помо-
щью дитизона, как указывают В. Г. Баранов и соавт. (1983),
удается моделировать сахарный диабет лишь у кроликов.
Препарат вводят внутривенно однократно в дозе 25—50 мг/кг; у 17—50%
животных наблюдается спонтанное выздоровление в течение 7—77 дней, а у
30—50% — дитизоновый сахарный диабет принимает хроническое течение.
Такой же механизм возникновения сахарного диабета у кро-
ликов отмечается и при введении различных производных хино-
лина [Лазарие Я. Е. и др., 1967, 1975], растворенного (в количе-
стве 30 мг/кг) в 4—5 мл 0,2 Н гидрохлористой кислоты и вве-
204
денного в желудок после 2-суточного голодания в дозе 20—
25 мл.
Кроме того, экспериментальный сахарный диабет может быть
получен при подкожном введении 1—2% раствора флоридзина
подкожно (по 2 г сухого вещества) 3 раза в день на протяжений
3—4 дней, экстрактов передней доли гипофиза, различных гор-
монов надпочечника, гипофиза, щитовидной железы и т. д., но
эти методы применяют редко. Диабетогенное воздействие боль-
шинства из применяющихся веществ несколько усиливается у
потомства подопытных животных. У крыс, получивших 80 мг/кг
аллоксана, в костном мозге нарастает число мутантных клеток..
Кишечник
Классический метод моделирования заболеваний вообще и
кишечника в частности — удаление всего органа или его части.
Применительно к кишечнику наибольший интерес представляет
дуоденэктомия, впервые выполненная А. М. Уголевым (I960),
В техническом отношении она весьма сложна, так как наряду
с необходимостью восстановления непрерывности желудочно-ки-
шечного тракта требуется реконструкция путей оттока в тощую
кишку желчи и панкреатического сока.
Операцию выполняют следующим образом: у наркотизированной собаки
срединным лапаротомным разрезом вскрывают брюшную полость, в рану из-
влекают двенадцатиперстную кишку; вместе с прилегающим участком стенки
кишки вырезают общий желчный и панкреатический протоки; вместе с приле-
гающим участком дуоденальной стенки отсекают среднюю долю поджелудоч-
ной железы и десерозируют этот участок; на 1—2 см дистальнее превратника и
на 1—2 см дистальнее места перехода двенадцатиперстной кишки в тощую
между двумя кишечными жомами пересекают кишку; двухрядным узловым и
непрерывным швом ушивают дуоденальную культю и тощую кишку; отсекают
брыжейку, перевязывая кровоточащие сосуды, и удаляют двенадцатиперстную
кишку; накладывают гастроэнтероанастомоз; имплантируют в тощую кишку
выводной проток поджелудочной железы и общий желчный проток; накладыва-
ют холецистоэнтероанастомоз; осуществляют гемостаз, туалет брюшной поло-
сти, и рану передней брюшной стенки послойно зашивают наглухо.
Животные хорошо переносят операцию, послеоперационная
летальность не превышает 2—3%. Следствием дуоденэктомии
является развитие тяжелого синдрома дуоденальной недостаточ-
ности. В начале его формирования у собак наступает кахексия,,
через 2—21 /2 мес масса тела нормализуется, продолжает нарас-
тать, через 4—4’/2 мес превышает исходную на 20%, а через
9—10 мес — на 30%. При этом наблюдаются резкие метаболи-
ческие нарушения, особенно белковые, несколько повышается
содержание глюкозы в крови, а показатели сахарной нагрузки
приобретают диабетоидный вид [Уголев А. М., 1978].
Варьируя размеры удаляемого участка кишечника и его от-
делы, можно моделировать различные нарушения функции. Од-
нако при резекции любого отдела кишки следует помнить о том,
что интраорганные межсосудистые анастомозы функциональна
20S
неполноценны, а потому уровень резекции должен определяться
местом расположения крупной артерии, питающей стенку киш-
ки и вены. В противном случае, как правило, в послеоперацион-
ном периоде будут возникать осложнения, в том числе связан-
ные с недостаточностью швов.
Ранее описана методика моделирования заболеваний кишеч-
ника путем суживания его просвета различными кольцами, ма-
терчатыми полосами и т. д. Полностью перевязывая кишку,
моделируют ее непроходимость. Для получения более надежного
результата и профилактики перфорации кишки при развитии
некротических изменений в ее стенке мы рекомендуем исполь-
зовать для перевязки широкие матерчатые полосы вместо нитя-
ных лигатур и, кроме того, перевязывать кишку в двух местах,
при расстоянии в 3—4 см между ними. Как указывают
Г. Л. Александрович и А. Г. Росляков (1974), первые опыты
по резекции кишечника у животных с целью выяснения его фи-
зиологической роли в организме относятся еще к 1886—1901 гг.;
авторы этих исследований установили, что собаки хорошо пере-
носят удаление 70—80% тонкой кишки.
Методы моделирования энтеритов и колитов разработаны
около 50 лет назад и с тех пор претерпели мало изменений, хотя
на практике ими пользуются редко. В основном это два приема:
'механическое повреждение стенки кишки любым доступным
^способом и введение в стенку различных раздражающих ве-
ществ. Они детально описаны в монографии Д. С. Саркисова и
П. И. Ремезова (1960), но, с нашей точки зрения, патофизиоло-
гически обоснованы недостаточно.
Иммунологические методы моделирования заболеваний ки-
шечника основаны на воспроизведении местного феномена
Артюса или Санарелли — Швартцмана, а также на индуцирова-
нии иммунопатологических реакций. Они описаны в 3-й главе.
Наряду с этими методиками представляет интерес способ вос-
создания аллергического инфаркта кишки у собак, описанный
П. Лепэдат (1975). Подопытных животных за 14—22 дня до
операции сенсибилизируют внутривенным введением нормальной
лошадиной сыворотки. В день операции под наркозом вскрыва-
ют брюшную полость и выделяют краниальную брыжеечную
артерию с ее основными ветвями. В краниальную правую обо-
дочную артерию вводят 0,2 мл стафилотоксина и 0,3 мл нор-
мальной лошадиной сыворотки.
В стенке кишки, васкуляризуемой данной артерией, появля-
ется участки ишемии и усиливается перистальтика, исчезающая
через 10—15 мин. Через 30 мин в брыжеечную артерию вводят
Ю,5 мл стафилотоксина и 0,5 мл нормальной лошадиной сыво-
ротки. Спустя 20—30 с возникает резкий мышечный спазм, появ-
ляются петехии и многочисленные мелкоточечные кровоизлия-
ния. Еще через 20 мин в основной ствол краниальной брыжееч-
ной артерии вводят 10 мл стафилотоксина и через 20 мин инъек-
цию повторяют. В результате в том участке кишки, куда стафи-
.206
лотоксин был введен первый раз, развивается инфаркт. Если
не начать лечебные мероприятия, животное погибает спустя
30 мин после последней инъекции стафилотоксина.
В какой-то мере к токсико-аллергическим моделям дуодени-
та можно отнести метод А. И. Тюкова и Е. Р. Черкезовой-Кино-
вой (1973). Он предложен для воспроизведения патологии у
кроликов, но, по нашим данным, вполне применим и у собак.
Накладывают фистулу двенадцатиперстной кишки и через нее в течение
4—6 дней вводят 4—10 мл дуоденального содержимого, полученного от ин-
тактных (низкая воспроизводимость) животных или от собак с панкреонекро-
зом. По мере увеличения срока наблюдения патологический процесс проходит
ряд стадий — от гиперемии и лейкоцитарной инфильтрации слизистой оболоч-
ки до эрозивного и некротического дуоденита, гнойно-фибринозного перидуоде-
нита.
Достаточно эффективно моделируют патологию кишечника
воспроизведением артериального или венозного инфаркта на
участках различной локализации и протяженности. Классиче-
ским методом является перевязка краниальных или каудальных
брыжеечных артерий и вен (возникает тотальный ишемический
некроз), а также их ответвлений (объем некроза зависит от
уровня перевязки сосуда). Первые признаки инфаркта появля-
ются уже спустя 10—15 мин и полностью развиваются в течение
6 ч. Если лигирован основной ствол или артерия, непосредствен-
но отходящая от основного ствола, собака погибает не позднее-
24—30 ч после операции. При моделировании венозного инфарк-
та, по данным П. Лепэдат (1975), собака погибает, как правило,
через 4—5 ч, но у некоторых жизотных из-за многочисленных
анастомозов инфаркт наступает через 12—24 ч либо не насту-
пает вообще. Одновременная перевязка брыжеечной артерии и*
вены также ведет к гибели собак через 4—5 ч.
Детально предел допустимой редукции кровообращения ки-
шечника в опытах на кошках разработали В. В. Кунцевич и
соавт. (1979). Опыты на собаках, проведенные в нашей лабора-
тории, показали, что эти животные более устойчивы по отноше-
нию к последствиям перевязки органных сосудов, и потому
прямая экстраполяция результатов эксперимента на человека
затруднительна.
Используя метод селективной катетеризации артерий кишеч-
ника по Сельдингеру, в нашей лаборатории воспроизводили
инфаркты кишечника разного объема и локализации путем эм-
болизации артерий с помощью катетера, введенного через бед-
ренную артерию, или введением в сосуды металлической спи-
рали.
Учитывая особую роль в процессе пищеварения двенадцати-
перстной кишки, следует более широко пользоваться различны-
ми методами ее хирургического выключения из процесса пище-
варения. Методик предложено много, все они дают примерно,
одинаковые в функциональном отношении результаты. Приводим
одну из методик, предложенную В. Л. Губарем (1970).
207
У наркотизированной собаки вскрывают брюшную полость; отступив 2—
3 см от привратника, поперечно рассекают стенку двенадцатиперстной кишки,
через этот разрез иссекают по окружности полоску слизистой оболочки шири-
ной до 2 см; создают дистальную перегородку из слизистой оболочки, сшивая
.ее через разрез стенки кишки и обтурируя ее просвет; в области перехода две-
надцатиперстной кишки в тощую последнюю пересекают и конец тощей кишки
вшивают в ранее сделанное отверстие в денадцатиперстной кишке у приврат-
ника так, чтобы пищевые массы из желудка поступали непосредственно в то-
щую кишку; двенадцатиперстную кишку конец в бок анастомозируют с ди-
стальным отрезком тонкой кишки изоперистальтически; ушивают лапаротомное
отверстие,
Т. Т. Кушнирук и соавт. (1973) разработали методику моде-
лирования острого аппендицита.
У кроликов через отверстие в кишке вводят в червеобразный отросток ку-
сочки мела и накладывают лигатуру на его основание. В зависимости от про-
должительности наблюдения возникают различные проявления заболевания:
от катаральных изменений в аппендиксе до флегмоны, гангрены с перфорацией
и перитонита. Только наложение лигатуры приводит к развитию воспалитель-
ных изменений в области самой лигатуры.
При моделировании заболеваний кишечника возможно также
различно комбинировать описанные методы.
Г л а в а 11
МОДЕЛИРОВАНИЕ ЗАБОЛЕВАНИЙ ЛЕГКИХ
Анализ доступной нам литературы говорит о том, что этому
разделу экспериментальной патологии уделено не слишком боль-
шое внимание. В какой-то мере такая ситуация может быть объ-
яснена появлением в последние десятилетия принципиально но-
вых клинических методов исследования, позволяющих получить
необходимую информацию непосредственно у постели больного.
Возросшие возможности диагностики, лекарственной терапии,
развитие торакальной хирургии предопределили, как нам кажет-
ся, снижение интереса к экспериментальной патологии легких,
тем более что на воспроизведение этих заболеваний требуется
значительное время.
Согласно сводке экспериментальных работ, приведенной в
-известной монографии Д, С. Саркисова и ГТ. И. Ремезова (1960),
в начале XX века для моделирования заболеваний органов дыха-
ния широко использовали боевые отравляющие вещества уду-
шающего типа (фосген, дифосген, хлор и т. д.), практиковалось
также индуцирование химических и термических ожогов слизи-
стой оболочки органов дыхания, их травмирование и др.
Сопоставление описаний опытов, проведенных в те годы, с
работами современных авторов показывает, что во многом они
основаны на тех же приемах. Таковы, например, методы воспро-
изведения пневмонии. Для моделирования патологического про-
208
цесса, как и ранее, культуру микроорганизмов вводят интратра-
хеально, в виде аэрозоля или интраплеврально. В некоторых слу-
чаях бактерии предварительно взвешивают в различных вещест-
вах, например в муцине или 16% растворе поливинилового спир-
та [Саркисов Д. С., 1954], чтобы длительнее удержать их на ме-
сте введения. Острая пневмония у собак возникает и тогда, когда
животное сначала подвергают 10—15-минутному охлаждению в
воде температурой 4-10 °C, а затем вводят внутриплеврально ви-
рулентную культуру пневмококка II типа или внутрилегочно—•
пневмококк IV типа [Фенлинова 3. С., 1967; Шахова Т. В., 1968].
Внутрилегочное введение бактерий осуществляют либо путем ин-
галяции или пункции длинной иглой через грудную стенку спра-
ва в области четвертого — пятого межреберий. Аналогичные ре-
зультаты получаются, если животное предварительно сенсибили-
зировать чужеродным белком, а затем в качестве разрешающего
фактора ввести одним из описанных способов пневмококк, иер-
синии, Pseudomona aeruginosa или другие микроорганизмы.
По данным А. А. Шарыгина (1969), пневмония у собак возника-
ет также после введения в правую плевральную полость 5% рас-
твора нитрата серебра.
В опытах на лабораторных грызунах (морских свинках, кры-
сах) , сенсибилизированных чужеродным белком, удается воспро-
извести состояние, по клиническим и морфологическим призна-
кам подобное бронхиальной астме у человека. С этой целью пос-
ле неоднократного введения под кожу антигена (например, 0,2—
0,4 мл 25% раствора овальбумина 3-кратно с интервалом 3—•
4 дня) животных через 14—30 дней помещают в камеру, где они
вдыхают аэрозоль того же антигена. Через некоторое время у
них развивается астматический приступ и, если ингаляция не
прекращается, они погибают. На вскрытии обнаруживают ате-
лектазы, густой секрет в бронхах, эмфизему [Разовская Е. С. и
Штеренсон Ф. Н., 1945]. Аналогичные результаты, но в условиях
сенсибилизации морских свинок овальбумином в дозе 40 мг бел-
ка на одну инъекцию в сочетании с полным адъювантом Фрейн-
да получены в 1974 г. Н. Richerson [цит. по Л. А. Куюн (1983)].
Усовершенствовав эту методику, Л. А. Куюн (1983) предложила
следующий способ воспроизведения аллергического пневмоскле-
роза.
Морских свинок сенсибилизируют путем 5-кратного с интервалом 7 дней
подкожного введения 0,3% раствора овальбумина в 0,3—0,4 мл изотонического
раствора хлорида натрия; одновременно с теми же интервалами животным
вводят антиген Staphilococcus aureus из расчета 300—360 мг белка на одну
инъекцию; через 3—4 иед в специальной камере проводят ингаляцию 2—3 ра-
за в неделю (всего 18—20 ингаляций) тем же раствором овальбумина (80—
100 мг/л белка) и 1 раз в неделю тем же стафилококковым антигеном (10—12
ингаляций, 6—7 мг/л белка) после 10 ингаляций интракардиально вводят 0,7—
0,8 мл стафилококкового антигена (концентрация белка 300—360 мг/л). В
результате у всех подопытных животных развивается астматический синдром,
и при морфологических исследованиях обнаруживаются эмфизема легких, ин-
фильтрация ткани легкого и заполнение альвеол секретом, бронхоспазм, раз*
14 Заказ № 418
209
витие соединительной ткани и пневмосклероз, периваскулярные очаги монону-
клеарной клеточной инфильтрации и т. д.
Одним из наиболее частых и тяжелых по своим последствиям
осложнений заболеваний легких, особенно хронических, является
гипертензия в малом круге кровообращения. Патогенез легочной
гипертензии еще во многом не ясен, поэтому моделированию дан-
ной патологии уделяют большое внимание.
Легочную гипертензию и недостаточность правых отделов сердца модели-
руют на крысах путем введения в плевральные полости до 5 мл силиконового
масла марки ТУМХП N24161—54 [Пятницкий Н. Н. и Блинков Ю. А., 1970].
Инъекции прекращают при появлении одышки и цианоза мордочки. При умень-
шении одышки дополнительно инъецируют еще 2—3 мл силиконового масла.
В течение 1—8 мес крысы становятся малоподвижными, неопрятными, пред-
почитают ортостатическое положение, опираясь передними лапками о край
клетки. У них возникает отек мордочки, передних лап. На вскрытии обнаружи-
вают асцит, набухание вен брюшной полости, увеличение и полнокровие внут-
ренних органов, увеличенное шаровидное сердце с растянутыми полостями по
типу легочного сердца, множественные ателектазы в легких с избыточным раз-
витием соединительной ткани. При внутривенном введении 5% раствора йодида
калия из расчета 50 мг/кг в легких развивается хронический неспецифический
процесс, проявляющийся избыточным развитием соединительной ткани и приво-
дящий к возникновению легочной гипертензии у части из этих животных [Бай-
себаев А. А. и др., 1972].
Эффективно воспроизвести легочную гипертензию вследствие
хронического нарушения кровотока в легких и хронического вос-
палительного процесса можно по способу, предложенному
В. К. Мавриным (1974): кролику внутривенно вводят споры ли-
коподия, которые представляют собой частицы диаметром 25—
30 мкм. Перед началом эксперимента споры ликоподия автокла-
вируют, вводят их в виде взвеси, содержащей 40 мг спор в 1 мл
0,5% раствора новокаина. В первые 20 дней делают 5 подобных
эмболизаций, а в последующем — один раз в 2 нед на протяже-
нии всего опыта. По мнению автора, эти споры рассасываются в
течение 2—3 мес.
По данным Е. А. Кречковского и соавт. (1981 )29, Т. В. Андре-
енко и соавт. (1981)30, более близка по клиническому течению
и морфогенезу к хронической пневмонии и легочной гипертензии,
наблюдавшихся у человека, следующая модель. Собакам внутри-
венно вводят 5—8 мл/кг 50% взвеси в изотоническом растворе
куриных эритроцитов, имеющих диаметр 20—30 мкм. Для моде-
лирования хронической пневмонии введение повторяют через
Р/2 мес в дозе 2—5 мл/кг. Через 3 мес после первой инъекции
у животных развивается типичная пневмония, в основе которой
лежит не только временная эмболизация сосудов малого круга
29 Кречковский Е. А., Антоненко Л. И., Французова С. Б.,
Колесова Н. А. и др. Способ моделирования гипертонии малого круга кро-
вообращения. Авторское свидетельство № 875449. Бюл. № 39, 1981.
80 Андреенко Т. В., А и то н е н к о Л. И., Б о р до нос В. Г. и др.
Способ моделирования хронической пневмонии. Авторское свидетельство
№ 826401. Бюл. № 16, 1981.
210
на уровне артериол диаметром 7—10 мкм, но и иммунологиче-
ская перестройка организма с развитием повреждений сосудов
образующимися комплексами антиген — антитело. Если предпо-
лагается моделирование легочной гипертензии, инъекцию эрит-
роцитов повторяют каждые 3 мес в течение года. В результате
через 12 мес у животного отмечается стойкое повышение давле-
ния в легочной артерии, в среднем на 83% по сравнению с конт-
рольной группой собак.
По нашим данным, хроническую пневмонию и легочную ги-
тертензию удается моделировать у собак методом эмболизации
сосудов малого круга углеродистыми микросферами, частицами
полиметилсилоксана, кусочками поролона и др., на которых ад-
сорбированы лекарственные или другие препараты, стимулирую-
щие воспаление, склерозирование, иммунопатологические мест-
ные реакции и другие процессы в области эмболизации.
Наконец, для моделирования легочной гипертензии в ряде
лабораторий используют хирургические методы, с помощью ко-
торых создают соустья между крупными сосудами, пережимают
или перевязывают их, нарушая гемодинамику в легких. Так,
В. К. Маврин (1970) добился результата в опытах на кроликах,
суживая калибр основного ствола легочной артерии непосредст-
венно над клапанами до 2—3 мм. У подопытных животных раз-
вивались изменения в легких и сердце, по морфологическим при-
знакам близкие к легочному сердцу и пневмосклерозу человека.
Сходные результаты В. К. Маврин получил при раздельной
(с интервалом в 1 мес) двусторонней перевязке нижнедолевых
легочных вен, а также после наложения и длительного поддер-
жания пневмоторакса поочередно справа и слева в течение 2—
6 мес, вводя в плевральную полость по 30—45 мл воздуха каж-
дые 2—3 дня.
А. Л. Лейтес и соавт. (1974) наблюдали развитие легочной
гипертензии, сопровождающейся изменениями в мышце сердца,
у собак после перевязки долевой ветви легочной артерии и соот-
ветствующего бронха, а также при перевязке всех долевых вет-
вей легочной артерии правого легкого. Л. А. Бейсебаев и соавт.
(1972) отмечали развитие в легких у собак хронической неспеци-
фической пневмонии с исходом в пневмосклероз после пережа-
тия элементов корня легкого на Р/2—2 ч.
Более сложны технически, но более результативны модели,
основанные на создании соустья между аортой и легочной арте-
рией. Операции выполняют под эндотрахеальным эфирно-кисло-
родным наркозом в условиях ИВЛ.
Естественно, что подобные операции выполняют только на со-
баках, но даже и у них послеоперационная смертность может до-
стигать 50% и более. Методика: после введения животного в
наркоз выполняют торакотомию слева в третьем межреберье,
осторожно выделяют основной ствол легочной артерии и восхо-
дящую аорту. Проводят краевое отжатие обоих сосудов и ана-
стомозируют их по типу бок в бок, стараясь, чтобы соустье было
14*
211
как можно более широким [Флегонтов В. Б, и Мухорин Б. П.,
1970]. Г. С. Кирьякулов и соавт. (1976) после наложения швов
создают соустье между легочным стволом и аортой с помощью
специального выкусывателя, для введения которого делают до-
полнительное отверстие в легочной артерии, затем ушивают его
кисетным швом. В некоторых случаях авторы рекомендуют соче-
тать создание соустья с ваготомией, но, по нашим наблюдениям,
это лишь увеличивает послеоперационную смертность, не влияя
заметным образом на конечный результат. Данные, полученные
в нашей лаборатории, позволяют рекомендовать при данной опе-
рации методику межсосудистого соустья, предложенную
Ю. М. Лопухиным (1971). Это позволяет избежать краевого от-
жатия сосудов, далеко небезразличного для животного, и накла-
дывать анастомоз при невскрытых сосудах, что существенно об-
легчает создание модели.
А. А. Вишневский (младший) и соавт. (1974) рекомендуют
доступ к элементам корня легкого из продольного или попереч-
ного разреза кожи в нижней трети шеи по средней линии. Тупым
путем раздвигают затем мышцы и фасции шеи до трахеи, после
чего рассекают претрахеальную фасцию и обнажают корень лег-
кого.
Своеобразно модифицировали эту операцию Г. И. Марков-
ская и соавт. (1965): между основным стволом легочной артерии
и аортой вшивают сосудистй протез по типу конец в бок. Регули-
руя степень раскрытия протеза, можно контролировать и степень
гипертензии.
Наряду с методами воспроизведения системной легочной ги-
пертензии предложены способы моделирования локальной гипер-
тонии в одном из долевых отделов системы легочной артерии.
Типичны методы, предложенные В. Б. Флегонтовым и соавт.
(1970), Г. А. Русановым и соавт. (1974): для воспроизведения
локальной легочной гипертензии анастомозируют конец в бок
одну из долевых артерий левого легкого с аортой или одной из
брахицефальных артерий (можно в сочетании с ваготомией). Та-
кой же эффект дает анастомоз между центральным концом низ-
веденной левой подключичной артерии и дистальным отрезком
пересеченной у корня легкого краниальной или каудальной доле-
вой артерии конец в конец или конец в бок или анастомоз пери-
ферических концов артерии и вены доли легкого с крупными
артерией и веной большого круга кровообращения соответствен-
но. В. В. Ржаницын (1974) для создания гипертензии в малом
круге предлагает анастомозировать правую ветвь легочной арте-
рии с периферическим отрезком краниальной полой вены, а
М. А. Зеленикин (1975) с этой же целью — накладывать анасто-
моз между задней стенкой ушка левого предсердия и левой ле-
гочной артерией бок в бок. В результате этих операций возника-
ют полнокровие сосудов легких, истончение и перестройка их
стенок, полнокровие ткани легкого в соответствующем сегменте
с выпотеванием жидкой части крови в альвеолы, повышение дав-
212
ления в соответствующих ветвях легочной артерии, разрастание
соединительной ткани в перегородках альвеол и стенках артери-
ол вплоть до облитерации просвета, перибронхиальный и пери-
васкулярный склероз и т. д.
Методика моделирования гнойно-воспалительных заболева-
ний легких и плевры описана в соответствующей главе. Кроме
того, предложен ряд других моделей острых нагноительных про-
цессов в легких. Так, А. И. Миронов (1939) и Г. Ш. Чачибая
(1981) наблюдали острое возникновение типичных абсцессов
легких, самостоятельно купирующихся через 15—20 дней, после
введения непосредственно в ткань легкого путем инъекций в об-
ласть седьмого-восьмого межреберья мокроты, взятой от боль-
ных абсцессом и гангреной легких, или взвеси, содержащей
1 000 000 микробных тел золотистого стафилококка. В опытах на
собаках А. А. Нарычев (1953) и В. X. Чирейкин (1959) предло-
жили вводить инфицированный материал в просвет предвари-
тельно перевязанного бронха или сначала перевязывать бронх,
а затем инфицированный эмбол вводить в сосуды малого круга
кровообращения. По В. X. Чирейкину (1959) эмбол готовят сле-
дующим образом: у животного резецируют фрагмент длиной б—
8 см крупной вены конечностей, заполняют его мокротой боль-
ных абсцессом или гангреной легких, добавляют к содержимому
дробинку для придания рентгенконтрастности, перевязывают
фрагмент сосуда с обоих концов и вводят этот эмбол в просвет
яремной вены, струей изотонического раствора хлорида натрия
продвигают его в первое предсердие, откуда он с током крови
попадает в одно из разветвлений легочной артерии. Острый
абсцесс легких возникает примерно у половины животных и за-
канчивается выздоровлением через 11—15 дней; при прорыве
абсцесса в полость плевры возникает эмпиема.
Ч. Г. Пурцхванидзе (1963) предложил модель изолированно-
го кавернозного туберкулеза легких, в основе которой лежит спо-
соб И. М. Бондарева, заключающийся в следующем: собаке
дважды с интервалом 24 ч вводят внутримышечно по 3 мл нор-
мальной лошадиной сыворотки; еще через 24 ч ту же дозу сыво-
ротки вводят внутривенно; спустя 3 нед пункцией в восьмом
межреберье в правую диафрагмальную долю легкого вводят в
качестве разрешающей дозы взвесь 2-недельной культуры мико-
бактерий туберкулеза штамма H37RV, приготовленную из расче-
та 1 мг влажной культуры в 1 мл нормальной лошадиной сыво-
ротки на килограмм массы тела животного. Автор дополнил эту
методику тем, что с 32-го дня после заражения дополнительно
инъецировал собакам внутримышечно дезоксикортикостерона
ацетат (ДОКСА) по 1 мл в течение 10 дней. У всех подопытных
животных образовались изолированные каверны в области
введения разрешающей дозы с казеозным распадом и секве-
страцией.
Глава 12
АЛЛОТРАНСПЛАНТАЦИЯ ОРГАНОВ И ТКАНЕЙ
Аллотрансплантация органов и тканей уже перешагнула по-
рог экспериментальных лабораторий и стала достоянием клини-
ческой практики. Основные задачи, связанные с техникой пере-
садки тканей, показаниями, методикой заготовки трансплантатов
и т. д., решены. Тем не менее аллотрансплантация жизненно важ-
ных органов, тканей и клеток сохраняет свое значение в экспе-
риментальной хирургии в целях физиологического и биологиче-
ского исследования. Ауто- или аллотрансплантация создает, по
мнению В. П. Кулик (1986), уникальные условия изоляции орга-
на от кровеносной, лимфатической нервной систем, что дает воз-
можность углубленного изучения механизмов регуляции его
функций, создания методов управления этими функциями, позна-
ния их биологической сущности.
Аутотрансплантация — это пересадка или перемещение тка-
ней и органов в пределах одного организма; сингенная, или изо-
генная, трансплантация — пересадка в пределах одной генети-
чески однородной линии подопытных животных или между одно-,
двуяйцовыми близнецами; аллотрансплантация — пересадка
между особями, отличающимися набором антигенов, но принад-
лежащих к одному виду; ксенотрансплантация — пересадка
между особями, принадлежащими к разным видам. При ауто-
или изогенной трансплантации отсутствует иммунологический
конфликт между трансплантатом и реципиентом, хотя, как дока-
зал Ю. Ю. Вороной (1929), аутоиммунные реакции все же воз-
никают. При аллогенной трансплантации реакция отторжения
трансплантата развивается в полном объеме, но поддается ме-
дикаментозной коррекции. При ксенотрансплантации реакция
отторжения трансплантата, как правило, протекает молниеносно
и пока лечению не поддается.
Практикуются два основных вида трансплантации: свободная
пересадка клеток или тканей без анастомозирования сосудов
трансплантата с кровеносной системой без реципиента хирурги-
ческим путем и трансплантация с анастомозированием кровенос-
ных сосудов трансплантата и реципиента. К трансплантации, с
определенной долей условности, можно отнести методы создания
между живыми организмами парабиотических связей.
В естественных условиях парабионтов можно наблюдать при
рождении особей, сросшихся различными участками тела (сиам-
ские близнецы). В этом случае парабионты идентичны в иммуно-
логическом плане, и конфликт между их организмами не насту-
пает. В эксперименте подобные условия можно создать при сое-
динении особей, принадлежащих к генетически однородной ли-
нии. Если же пару подбирают из особей, относящихся к разным
214
линиям, или из беспород-
ных животных, то через
1—2 нед после операции
у них развивается пара-
биотическая интоксика-
ция и наступает смерть
Тулянский Л. Н., 1976].
Признаками парабиотиче-
ской интоксикации, в ос-
нове которой лежит им-
мунологическая реакция
тканевой несовместимо-
сти, служат: потеря веса,
сгорбленная поза, взъе-
рошенная шерсть, отек
морды и прогрессирую-
щее истощение. В некото-
рых случаях наблюдается
диарея, а при хроничес-
ком течении появляются
изъязвления кожи и дер-
матиты. В крови у одного
из партнеров отмечается
анемия, а у другого —
полицитемия, причем раз-
ница по эритроцитам мо-
жет достигать 10—13* 106.
Парабиотическая инток-
сикация неуклонно про-
грессирует и никакому ле-
чению не поддается.
Для создания пара-
биотической модели ис-
пользуют всяких лабора-
Рис. 75. Создание парабиоза у крыс.
торных животных — от
мышей до собак любого возраста и пола. Методика опера-
ции проста. Под наркозом боковым разрезом от середины
реберной дуги до тазовых костей вскрывают брюшную по-
лость. Затем послойно сшивают мышцы брюшной стенки
одного и другого животного на возможно большем протя-
жении так, чтобы соприкасалась и париетальная брюшина, после
чего аналогично соединяют мышцы и брюшину по другому краю
разреза. В результате образуется общая брюшная полость для
обоих животных. Операцию заканчивают сшиванием кожи меж-
ду парабионтами. В течение 3—5 дней, пока не произойдет проч-
ное сращивание и заживление раны, специальной повязкой жи-
вотных следует фиксировать друг к другу и ограничить их под-
вижность (рис. 75). Чаще всего эту операцию выполняют на мы-
шах и крысах. Модель введена в экспериментальную медицину
215
еще в 1908 г. F. Sauerbruch, и с тех пор никаких изменений в тех-
ническом отношении не претерпела. Она позволяет не только
изучать последствия взаимной антигенной перегрузки и роль им-
мунопатологических реакций в повреждении органов и поддер-
жании гомеостаза, но и в какой-то мере моделировать взаимоот-
ношения опухоли с организмом опухоленосителя, в основе кото-
рых также лежат до конца не раскрытые нарушения местного и
общего иммунитета, протекающие по типу РТПХ.
Детальная справка о развитии проблемы парабиоза и о его
различных модификациях представлена в монографии В. П. Де-
михова (1960). Автор, использовавший в своих экспериментах
модель парабиоза у крыс, предложенную П. Р. Перельманом и
И. В. Колпаковым (1938) и описанную выше, предлагает для
лучшей фиксации парабионтов сшивать толстым шелком и ребра
обоих животных.
Оперативная техника пересадки тканей и органов многооб-
разна и до сих пор оставляет широкое поле для разработок, так
как в зависимости от непосредственных задач эксперимента
стандартную методику трансплантации можно варьировать до
бесконечности. Среди вариантов: 1) свободная трансплантация,
когда донорскую ткань, целый орган или его фрагмент помеща-
ют в миллипоровых камерах или непосредственно в специально
подготовленное ложе у реципиента, не создавая между транс-
плантатом и реципиентом сосудистых связей; 2) трансплантация
на сосудистой ножке, когда магистральные артерию и вену
трансплантата анастомозируют с артерией и веной реципиента;
3) пересадка с восстановлением сосудистых связей, лимфообра-
щения, а также реиннервацией трансплантата. В свою очередь
в каждом из этих основных методов следует выделить: 1) пере-
садку в гетеротопическую позицию, когда трансплантат поме-
щают в анатомически не предназначенное для него место (на-
пример, печень — в подвздошную ямку, поджелудочную желе-
зу— в область бедренного треугольника и т. д.), с последующим
удалением соответствующего органа реципиента или же остав-
ляют его на месте; 2) пересадку в ортотопическую позицию, ког-
да донорский орган помещают на место удаленного органа ре-
ципиента. Перемещение тканей и органов в пределах одного
организма, с нашей точки зрения, следует рассматривать как
трансплантацию в гетеротопическую позицию (например, пере-
мещение лоскута кожи с бедра на спину, большеберцового нерва
в дефект плечевого нерва, пальца стопы на кисть и т. д.).
Наконец, к трансплантации органов нужно отнести времен-
ное подключение органов к магистральным кровеносным сосудам
реципиента с целью использования их в качестве биологического
устройства для детоксикации организма.
Ниже рассматриваются основные технические приемы транс-
плантации тканей и органов, на основе которых можно разраба-
тывать приемлемую для конкретных условий и задач экспери-
мента модификацию.
216
Свободная трансплантация тканей и органов
В клинике свободные тканевые ауто- или аллотрансплантаты
применяют в качестве биологических протезов опорных (кости,
сухожилия), покровных (кожа) и нервных (периферические
нервные стволы, эмбриональное мозговое вещество) тканей, сти-
мулирующих процессы перестройки или регенерации, а также
выполняющих функцию биологической повязки, например, при
ожогах. Кроме того, нередко применяют свободную ауто- или
аллотрансплантацию эндокринных органов, в частности, перед-
ней доли гипофиза (при гипопластической анемии, несахарном
мочеизнурении, злокачественном экзофтальме), паращитовидных
желез (при тетании), щитовидной железы (при микседеме), ко-
ры надпочечника (при недостаточной продукции гормонов) и др.
Основные правила свободной трансплантации тканей иден-
тичны во всех случаях. Они просты и заключаются в следующем:
трансплантат берут, строго соблюдая правила асептики; ложе
трансплантата должно быть тщательно освобождено от сгустков
крови, экссудата; необходимо провести гемостаз; для профилак-
тики некроза в центральных участках трансплантат следует рас-
секать на пластины толщиной не более 2—4 мм; при пересадке
костей, сухожилий, кожи, периферических нервных стволов тре-
буется тщательная фиксация трансплантата.
Для повышения эффективности пересадки эндокринных же-
лез, в частности коры надпочечника или панкреатических остров-
ков, последние с помощью ферментов, разрушающих соедини-
тельнотканную строму органа, превращают в клеточную суспен-
зию, затем культивирут 3—5 сут в питательной среде для увели-
чения массы активно функционирующих клеток, после чего пере-
саживают в прямую мышцу живота или подкожную клетчатку.
Следовательно, свободные трансплантаты эндокринной ткани
выполняют роль депо гормонов (при пересадке в виде фрагмен-
тов) или их продуцентов (при пересадке клеточной взвеси) в те-
чение всего периода их существования в организме реципиента,
длящегося от 1 до 8 нед. Известны также попытки транспланта-
ции взвеси клеток печени в систему воротной вены или в селе-
зенку для борьбы с эндо- или экзогенной интоксикацией. Гепато-
циты могут быть имплантированы или сразу же после выделе-
ния, или после предварительного культивирования на питатель-
ных средах вне организма [Кулик В. П., 1986].
При свободной пересадке периферических нервных стволов
в дефект периферического нерва трансплантат выполняет роль
проводника, по которому происходит регенерация нервных воло-
кон. Поэтому необходимо тщательное сопоставление трансплан-
тата и нерва реципиента без натяжения, что достигается подбо-
ром трансплантата соответствующей длины и сшиванием оболо-
чек трансплантата и нерва реципиента.
Суспензию клеток головного мозга эмбрионов применяют для
заполнения дефекта спинного мозга, образующегося при его раз-
237
В области дна мочевого пузыря во
рыве, рассчитывая на стимуляцию процессов регенерации нерв-
ных волокон, а также вводят в область лобных долей головного
мозга с целью лечения дрожательного паралича.
В нашей лаборатории при участии В. Б. Сытенко (1970) раз-
работана методика свободной аллотрансплантации мочевого пу-
зыря у собак и сделана успешная пересадка в клинике. Она вы-
полняется следующим образом. Под наркозом у донора и реци-
пиента катетеризируют мочевой пузырь и полностью освобожда-
ют его, так как если в момент взятия трансплантата мочевой пу-
зырь донора будет растянут мочой (у собак он вмещает до
800 мл), он не сократится, и к пересадке будет не пригоден. Пос-
ле катетеризации у донора и реципиента выполняют срединную
лапаротомию, в рану вводят мочевой пузырь. Отсекают его сна-
чала у реципиента, затем у донора примерно на 0,5—1 см выше
места впадения мочеточников. Донорский мочевой пузырь фикси-
руют к мочевому пузырю реципиента однорядным узловым кет-
гутовым швом через все слои, кроме слизистой оболочки, кото-
рую сшивать ни в коем случае не следует. Операция эффективна
примерно в 95% случаев, новообразованный мочевой пузырь
функционирует нормально. В течение Р/г—2 лет происходит за-
мещение трансплантата тканями реципиента и начинается реге-
нерация мышечной ткани.
всех случаях образуется уже через 6 мес кость, имеющая типич-
ное строение (рис. 76). Образование кости при аллотрансплан-
тации мочевого пузыря нами обнаружено впервые [Сильчен-
ко В. П. и др., 1974].
К трансплантации тканей относят и пересадку сосудов в
ауто-, алло- или ксеногенной системе. Разработанная в своей ос-
нове еще A. Carrel в 1902—1905 гг., методика получила новый
импульс в связи с развитием хирургии сосудов и трансплантации
органов, основным техническим компонентом которых являются
анастомозирование кровеносных сосудов донора и реципиента.
Чаще всего для пересадки используют аутологичную большую
подкожную вену бедра. Из нее формируют аортокоронарный
шунт при реваскуляризации миокарда, ею протезируют магист-
ральные артерии, а также применяют при венозной пластике.
Доказано, что уже через 2—4 мес после такой пересадки в стенке
вены происходят структурные изменения, она становится подоб-
ной стенке артерии (так называемая артериализация вены).
В отдельных случаях для пересадки используют сосуды пупо-
вины (например, для создания шунта на предплечье у больных,
находящихся на гемодиализе), предварительно освобожденные
от оболочек и обработанные в 4% растворе глутаральдегида, а
также кровеносные сосуды крупного рогатого скота. Биологиче-
ский протез кровеносного сосуда можно сделать из брюшины,
покрывающей слепую кишку крупного рогатого скота («сычуж-
ной пленки»), впервые предложенной для медицинского приме-
нения Н. Н. Кузнецовым (1962).
Артерии для пересадки применяют крайне редко, только при
218
Рис. 76. Цистограмма со-
баки через 2 года после
аллотрансплантации мо-
чевого пузыря.
замещении отдельных сегментов аорты или ее ветвей первого
порядка. Это связано, во-первых, с тем, что артериальный транс-
плантат после изъятия у донора резко сокращается, его внут-
ренняя поверхность становится волнистой и возрастает риск
тромбообразования; во-вторых, артерия менее эластична, чем
вена, поэтому чаще могут возникнуть осложнения — разрыв
трансплантата или образование аневризм; в-третьих, в артери-
альном трансплантате более активно протекают процессы скле-
розирования.
При разработке методов хирургического лечения недостаточ-
ности клапанного аппарата сердца или последствий стенозиро-
вания применяют алло- или ксенотрансплантацию клапанов
сердца. С этой целью наряду с аллопротезами используют кла-
паны аорты и легочной артерии свиньи или крупного рогатого
скота, предварительно в течение 5—10 сут консервированных в
0,5—1% растворе формалина или 4% растворе глутаральдегида.
Клапаны донора иссекают вместе с соединительнотканным
кольцом, фиксируют на проволочном каркасе соответствующего
диаметра, укрепив дополнительно по периметру тефлоном или
другим полимерным материалом, а затем производят протезиро-
вание нужного клапана. Типична в этом плане установка клапа-
нов аорты в митральную или трикуспидальную позицию. Мит-
219
ральный или трехстворчатый клапан для протезирования прак-
тически не используют. Операцию выполняют в условиях искус**
ственного кровообращения.
Временное подключение органов
с целью детоксикации
В качестве природных биологических устройств, используе-
мых с целью детоксикации, используют печень, селезнку, почки,
легкие и плаценту. Их подключают к сосудам предплечья или
бедра по типу артерия — вена или вена — вена. В последнем слу-
чае в контур дополнительно вводят насос малой мощности для
поддержания и регулировки перфузионного давления. Для обес-
печения нормальных условий функционирования подключенного
органа последний перед восстановлением кровотока помещают
в камеру, заполненную сбалансированным солевым раствором,
где поддерживается температура тела человека (+37 °C) и име-
ется возможность оксигенации раствора. Кровеносные сосуды
подключаемого органа анастомозируют с кровеносными сосуда-
ми реципиента конец в бок или предварительно накладывают
скрибнеровский шунт.
Перед подключением органа (к сосудам реципиента) его со-
судистую систему отмывают от крови и сгустков (2—3 л солевого
раствора температурой не ниже +24 °C, содержащего гепарин и
фибринолизин), до появления из магистральной вены прозрачной
жидкости. Реципиенту перед началом перфузии вводят 2500—
3000 ЕД гепарина и в течение всего сеанса поддерживают его
уровень, достаточный для того, чтобы кровь не свертывалась.
После отключения органа вводят адекватные количества
протамин-сульфата и восстанавливают нормальную свертывае-
мость крови.
Продолжительность экстракорпоральной перфузии крови ре-
ципиента через сосудистую систему подключенного органа, как
правило, не превышает 21 /2 ч, затем наступает «блок оттока» и
перфузия прекращается из-за шунтирования крови. Положитель-
ный эффект наступает в том случае, когда за это время через
подключенный орган прошло не менее двух объемов циркули-
рующей крови реципиента.
Технические приемы экстракорпорального подключения орга-
нов с целью детоксикации во всех случаях идентичны. Однако
следует иметь в виду, что при использовании в качестве биологи-
ческого диализатора плаценты (метод впервые разработан в на-
шей лаборатории по предложению В. П. Никитчина (1985)
(рис. 77) необходимо обеспечить постоянное перемешивание рас-
твора в камере и его периодическую полную замену каждые 45—
60 мин, так как удаленные из крови токсические продукты посту-
пают непосредственно в этот раствор и происходит постоянное
выравнивание градиента концентрации диализуемых токсических
веществ, что замедляет их выведение из крови.
220
Рис. 77. Ворсинки плаценты человека через 2 ч после перфузии кровью ооль-
ного.
Окраска гематоксилином и эозином. Х150.
Печень человека, собаки, свиньи, обезьян-бабуинов подклю-
чают при острой печеночной недостаточности, экзо- или эндоген-
ной интоксикации. Подключение осуществляют в алло- или ксе-
ногенной системе.
Как правило, печеночную артерию анастомозируют с бедрен-
ной артерией реципиента, а воротную вену (или селезеноч-
ную) — с его бедренной веной. В контур вводят насос малой про-
изводительности. Дренирование желчевыводящих путей осуще-
ствляют путем катетеризации общего желчного протока после
предварительной перевязки пузырного протока.
Плаценту подключают к аллогенной системе при острой и
хронической недостаточности печени, а также при необходимости
насыщения организма лекарственными веществами, поступаю-
щими из раствора через плаценту в организм реципиента в фи-
зиологически адекватных количествах.
По методу Г. М. Соловьева и соавт. (1975) экстракорпораль-
ное подключение алло- и ксенопочки осуществляют для сниже-
ния уровня активности комплемента, концентрации предсуще-
ствующих антител и циркулирующих иммунных комплексов, т. е.
для селективной иммуносорбции (рис. 78). Этот процесс осуще-
ствляется путем фиксации комплемента и образования иммун-
ных комплексов на антигенных структурах почки. Он достигает
максимума к 30-й минуте перфузии и прекращается через 45—
221
Рис. 78. Временное подключение ксенопочки по Г. М. Соловьеву. Схема.
1—2 — клапаны артериальной магистрали аппарата; 3—4 — клапаны венозной магистра-
ли аппарата.
60 мин после ее начала. Перфузия через ксенопочку гораздо ме-
нее эффективна. Естественно, что одновременно происходит сни-
жение концентрации креатинина, мочевины, остаточного азота в
крови реципиента и т. д., т. е. подключенная почка выполняет и
свои сугубо специфические функции. Очевидно, подобную роль
биологических селективных иммуносорбентов могут выполнять и
другие органы, подключаемые при необходимости экстракорпо-
рально.
Селезенку подключают в качестве биологического фильтра,
извлекающего из крови микроорганизмы при бактериемии
(рис. 79). Кроме того, поступающие из селезенки в кровь реци-
пиента биологически активные вещества оказывают стимулирую-
щее действие на гуморальный иммунитет. На практике использу-
ют селезенку свиньи, человека или собаки, которую подключают
в алло- или ксеногенной системе [Аграненко В. А. и др., 1969;
Сафонов С. Ф. и др., 1985].
Донорские легкие подключают в алло- или ксеногенной си-
стеме с целью оксигенации крови реципиента или для снижения
уровня бактериемии при сепсисе. Адекватные параметры перфу-
зии поддерживают с помощью включенного в контур аппарата
искусственного кровообращения, снабженного теплообменником
[Кулик я. П. и Решетникова Л. К., 1982].
Проблема временного подключения донорских органов к со-
судам реципиента в целях детоксикации как в теоретическом, так
и в практическом отношении разработана явно недостаточно,
между тем при удачном решении связанных с ней задач открыва-
ется перспектива заметного повышения эффективности лечения
ряда терминальных состояний и токсикозов, поэтому для экспе-
222
Рис. 79. Временное подключе-
ние селезенки по В. А. Агранен-
ко. Схема.
1 — основной блок; 2 — пульт уп-
равления; 3 — бак искусственной
почки с водой; 4 — нагреватели;
5 — терморегулятор; 6 — 1-я поли-
этиленовая емкость с водой; 7—
2-я полиэтиленовая емкость с водой;
3 — баллон с кислородом и угле-
кислым газом; 9 — сосудистые
катетеры; 10 — винтовой регулятор
режима.
риментальной хирургии и моделирования патологических про-
цессов эти методы имеют большое значение.
Следует иметь в виду, что временное подключение к сосудам
реципиента донорского органа более физиологично и сопровож-
дается значительно меньшим числом осложнений, чем экстракор-
поральная гемосорбция с помощью активированных углей и дру-
гих адсорбентов. Остаются полностью не исследованными воз-
можности экстракорпорального подключения желез внутренней
секреции, комбинированного одновременного подключения па-
раллельно или последовательно двух и более органов и т. д.
Аллотрансплантация органов
в гетеротопическую позицию
Теоретически этот метод пересадки обоснован представлением
о том, что трансплантат, взяв на себя основную нагрузку по вы-
полнению специфических функций, разгрузит соответствующий
орган реципиента, дополнит его функцию и активизирует реге-
нераторные процессы в его паренхиме. В ряде случаев, когда
степень риска удаления органа реципиента для осуществления
трансплантации в ортотопическую позицию и технические слож-
ности такой операции превышают предполагаемый эффект пере-
садки, гетеротопическая трансплантация служит методом выбо-
ра. В частности, только в гетеротопическую позицию пересажи-
вают поджелудочную железу, почки (за очень редким исключе-
нием), селезенку, железы внутренней секреции. Разработаны
223
методы гетеротопической трансплантации сердца и печени, но
они имеют больше историческое значение и применяются глав-
ным образом в эксперименте.
Лучше всего отработана модель гетеротопической ауто- или
аллотрансплантации почки в полость таза. Пересадка почки на
шею, бедро или в грудную полость признана бесперспективной.
Техника пересадки почки в таз у собак практически ничем не от-
личается от клинической практики пересадки. Она делится на
два этапа и проводится в следующем порядке.
I этап — подопытных животных (донора и реципиента), нахо-
дящихся под интубационным эфирным наркозом, фиксируют на
операционном столе в положении на спине. У донора срединным
лапаротомным разрезом вскрывают брюшную полость, сдвигают
кишечник в сторону и обнажают одну из почек. Мягким диссек-
тором осторожно выделяют почечные сосуды (особенно осторож-
но нужно выделять вену, так как ее стенка очень тонкая и легко
рвется, а ушить разрыв сосудистым швом почти никогда не уда-
ется). Сосуды выделяют на протяжении от почки до аорты и зад-
ней полой вены. Затем лучше всего в направлении от мочевого
пузыря к почке выделяют на всем протяжении мочеточник с при-
легающей клетчаткой и отсекают его у стенки мочевого пузыря.
Аналогичным образом мобилизуют сосудистую ножку и мочеточ-
ник второй почки, после чего обе почки выделяют из окружаю-
щих тканей, тщательно перевязывая все кровеносные сосуды,
подходящие к их капсуле, так, чтобы с донором их связывала
лишь сосудистая ножка. Выделяют и берут на держалки аорту
и заднюю полую вену на 2 см проксимальнее и дистальнее почеч-
ных сосудов. Рану прикрывают влажной салфеткой и переходят
к операции на реципиенте.
II этап — у реципиента вскрывают брюшную полость средин-
ным лапаротомным разрезом. Кишечник влажными марлевыми
салфетками сдвигают в сторону и кверху, опорожняют мочевой
пузырь. Из окружающих тканей выделяют на протяжении 2 см
от общей подвздошной артерии внутреннюю подвздошную арте-
рию и пересекают ее, наложив предварительно сосудистые зажи-
мы. Здесь же выделяют общую подвздошную вену и подводят
под нее держалки. На этом подготовительный этап операции за-
кончен.
Затем у донора накладывают сосудистые зажимы одновре-
менно на аорту и полую вену проксимальнее и дистальнее почеч-
ных сосудов, пересекают кнутри от зажимов аорту и заднюю по-
лую вену и одним блоком удаляют обе почки с отрезками этих
сосудов. Рассекают по абдоминальной поверхности аорту, после
чего становятся видны отверстия почечных артерий и канюлиру-
ют их. Подсоединяют к этим канюлям систему трубок с флако-
ном, заполненным раствором Рингера, Хенкса или Коллинза, со-
держащим 2500 ЕД гепарина при температуре +22°... +24 °C;
под давлением 1—1,5 м вод. ст. отмывают сосудистую систему
трансплантата от крови до появления прозрачной жидкости.
224
После окончания отмывки сосудистого русла трансплантата
непосредственно у аорты и полой вены отсекают артерию и вену
одной из почек и артерию трансплантата конец в конец анасто-
мозируют с внутренней подвздошной артерией реципиента, по-
чечную вену — конец в бок с общей подвздошной веной. Снимают
сосудистые зажимы сначала с вены, потом с артерии и восста-
навливают кровоток в трансплантате. Кровотечение из швов ана-
стомоза останавливают прижатием марлевым тампоном. Если в
трансплантате не наступили ишемические повреждения, то череа
несколько минут из мочеточника начинают выделяться капли*
мочи.
Для восстановления естественных путей оттока мочи у реци-
пиента после завершения реваскуляризации трансплантата*
вскрывают мочевой пузырь продольным разрезом в 5—6 см.
Над устьем мочеточника с соответствующей стороны зажимом
типа «москит» прокалывают слизистую оболочку, делают в ней
туннель длиной до одного сантиметра и прокалывают им стенку
мочевого пузыря. Захватывают зажимом стенку мочеточника и
осторожными движениями протягивают его внутрь мочевого пу-
зыря так, чтобы на протяжении между трансплантатом и моче-
вым пузырем мочеточник был слегка натянут без складок, пере-
гибов. На расстоянии ’/г см от слизистой оболочки мочевого пу-
зыря избыток мочеточника отсекают, а торчащий в просвет пузы-
ря его конец рассекают, образуя две губы, которые несколькими*
узловыми швами фиксируют к слизистой оболочке. Одним —•
двумя швами фиксируют мочеточник к наружной поверхности
мочевого пузыря. Затем прошивая фиброзную капсулу транс-
плантата несколькими узловыми швами, его фиксируют к парие-
тальной брюшине и мышцам. Рану мочевого пузыря ушивают
одно — двухрядным кетгутовым узловым швом, не захватывая
слизистую оболочку. Если необходимо, перед ушиванием раны,
мочевого пузыря катетеризируют мочеточник трансплантата
через мочеиспускательный канал выводят катетер наружу. Затем
послойно зашивают рану передней брюшной стенки.
Собственные почки реципиента в зависимости от целей и за-
дач эксперимента либо оставляют на месте, либо перевязывают
их кровеносные сосуды, либо удаляют (билатеральная нефрэкто-
мия). В первых 2 случаях закономерно развивается аутоиммун-
ная реакция, усугубляющая течение реакции отторжения транс-
плантата и вызывающая повреждения других внутренних орга-
нов. Выводить мочеточник трансплантата на кожу не рекомен-
дуется, так как в 100% быстро присоединяется восходящая ин-
фекция.
Трансплантацию поджелудочной железы чаще всего выполня-
ют у собак в аллогенной системе. Аутотрансплантация техниче-
ски возможна, но трудна, в эксперименте ею пользуются редко,,
так как практического значения эта операция по вполне понят-
ным причинам иметь не может. Для аллотрансплантации более*
всего пригодна левая доля поджелудочной железы, расположен-
15 Заказ № 418
22&
Рис. 80. Чревная артерия
и ее ветви у собаки.
1 — основной ствол; 2 —
общая печеночная артерия;
3 — левая желудочная арте*
рия; 4 — селезеночная ар*
терия.
ная вдоль селезеночных сосудов и получающая от них крово-
снабжение.
Операцию проводят под эфирным интубационным наркозом в
условиях искусственной вентиляции легких в III этапа:
I — на реципиенте, II — на доноре, III — вновь на реципиенте.
Поскольку трансплантацию поджелудочной железы осуще-
ствляют в область подвздошной ямки или бедренного треугольни-
ка, на I этапе соответственно избранному варианту либо выделя-
ют по вышеописанной методике внутреннюю подвздошную арте-
рию и общую подвздошную вену, либо бедренные артерию и ве-
ну из разреза в области бедренного треугольника по проекции
этих сосудов.
После тщательнейшего гемостаза рану прикрывают влажной
салфеткой и переходят ко II этапу — изъятию трансплантата у
донора. С этой целью широким крестообразным разрезом вскры-
вают брюшную полость. Петли кишечника отводят кверху и
вправо, открывая доступ к брюшной аорте. Диссектором из окру-
жающих тканей выделяют чревную артерию на протяжении от
аорты до отхождения общей печеночной и левой желудочной ар-
терий, которые последовательно перевязывают и пересекают
(рис. 80). В процессе этой манипуляции пересекают ветви чрев-
ного сплетения.
226
Рис. 81. Выделение левой
доли поджелудочной же-
лезы у собаки для пере-
садки в гетеротопическую
позицию. Схема.
Селезеночная артерия является третьей ветвью чревной
артерии; ее выделяют на протяжении и вместе с чревной артери-
ей берут на держалки.
Затем в рану извлекают селезенку, отводят кверху желудок и
обнажают селезеночные сосуды, от которых отходят ветви, пи-
тающие левую долю поджелудочной железы. Перевязывают и
пересекают короткие желудочно-селезеночные сосуды. Слегка
потягивая за селезенку, диссектором выделяют селезеночную
вену до впадения ее в воротную (рис. 81). Затем последователь^
но пересекают у самой двенадцатиперстной кишки перешеек под-
желудочной железы; у самой аорты — чревную артерию; у ворот
селезенки — раздельно селезеночные артерию и вену; воротную
вену. После этого пересекают связочный аппарат и удаляют
трансплантат (рис. 82).
Сразу же катетеризируют сократившуюся чревную артерию и
отмывают левую долю поджелудочной железы от крови по вы-
шеописанной методике, только в раствор не добавляют гепарин,
так как он усиливает отек паренхимы трансплантата.
После отмывания железы от крови приступают к III этапу —
реваскуляризации трансплантата. Для этого конец в конец (при
анастомозировании с внутренней подвздошной артерией) или
конец в бок (при анастомозировании с бедренной артерией) сое-
диняют магистральную артерию трансплантата с артерией реци-
пиента и конец в бок или бок в бок вену трансплантата с под-
вздошной или бедренной веной реципиента. Снимают зажимы
сначала с вены, затем с артерии, восстанавливая кровоток в
трансплантате, перевязывают мелкие кровоточащие сосуды, при-
жатием на 2—3 мин останавливают кровотечение из швов ана-
стомоза, а через 5—6 мин, когда кровообращение в транспланта-
15*
227
Рис. 82. Левая доля поджелудочной железы собаки, подготовленная к пере-
садке.
1 — артериальная ножка; 2 — устье дополнительной вены; 3 — устье магистральной
вены.
те нормализуется, иссекают выявившиеся неперфузируемые
участки (они белого цвета и хорошо видны на фоне розовой па-
ренхимы), так как они становятся потенциальными очагами не-
кроза.
Если в трансплантате восстановилось адекватное кровообра-
щение, что становится очевидным уже через 15—20 мин (рис. 83)
(его критерии — равномерная розовая окраска пересаженной же-
лезы, отсутствие мелкоточечных кровоизлияний, стабилизация
или уменьшение оттока, хорошая пульсация артерии), из вывод-
ного протока начинает обильно выделяться панкреатический сек-
рет. Это нежелательно, тем более что цель трансплантации —
восполнение недостаточной функции эндокринного аппарата под-
желудочной железы и лечение сахарного диабета.
Поэтому, кроме медикаментозных средств, применяют сле-
дующие методы, предотвращающие поступление секрета в окру-
жающие ткани и угнетающие в последующем экзокринную функ-
цию: 1) если пересадка проведена в подвздошную ямку — вы-
водной проток железы имплантируют в мочеточник или мочевой
пузырь; 2) проток перевязывают; 3) проток пломбируют каким-
либо полимерным веществом (медицинский клей, латекс, неоп-
рен, полиметилсилоксан и т. д.) (рис. 84). Метод пломбировки
предпочтительнее, но при этом нужно иметь в виду, что пломби-
228
Рис. 83. Артерии трансплантата поджелудочной железы собаки после реваску-
ляризации. Ангиограмма. Инъекция массой Гауха.
рующее вещество должно проникнуть во вставочные отделы вы-
водных протоков и в ацинусы, иначе эффект «уклонения фермен-
тов» в кровь не наступит и создадутся условия для развития
панкреатита в трансплантате. Панкреонекроз возникает и в том
случае, когда полимер, введенный в избыточном количестве, раз-
рывает ацинусы и попадает непосредственно в паренхиму транс-
плантата.
При трансплантации поджелудочной железы наблюдается не
только усиление продукции секрета в течение первых 5—7 сут
после операции вследствие денервации трансплантата, но и «про-
потевание» ферментов через поверхность железы в окружающие
ткани, что поддерживает и даже усиливает воспалительный про-
цесс. По нашим данным, эффективная профилактика подобных
осложнений достигается нанесением на поверхность железы пе-
ред зашиванием иммобилизованного на полиметилсилоксане
контрикала в дозе 100 000—200 000 ЕД.
Трансплантацию печени в гетеротопическую позицию прово-
дят редко, так как она сопряжена со значительными трудностя-
ми. Прежде всего это связано с подбором небольшого трансплан-
тата, который должен помещаться в брюшную полость или в
таз реципиента. Поэтому для трансплантации в гетеротопиче-
скую позицию рекомендуют использовать печень щенков или 1 —
229
Рис. 84. Выводной проток трансплантата пломбирован латексом.
На 8 серийных срезах видны главный и мелкие протоки (черного цвета),.
2 из пяти долей печени взрослой собаки. Печень можно брать и
от взрослых доноров с массой тела не менее чем в Р/2 раза
меньше массы тела реципиента. Приводим описание методики по
И. Д. Кирпатовскому и Э. Д. Смирновой (1972) с небольшими
изменениями (рис. 85).
Операцию выполняют под интубационным эфирно-кислород-
нььм наркозом в условиях искусственной вентиляции легких. До-
нора и реципиента фиксируют в положении на спине. Операцию
выполняют в III этапа при умеренной гипотермии донора.
На I этапе у реципиента срединным лапаротомным разрезом
вскрывают брюшную полость, отводят кишечник справа и кверху,
опорожняют мочевой пузырь, а затем в области трифуркации мо-
билизуют брюшную аорту, заднюю полую вену, внутреннюю под-
вздошную артерию и общую подвздошную вену. Рану прикры-
вают салфеткой и переходят ко II этапу операции — гепатэкто-
мии у донора.
Разрезом справа от средней линии вдоль грудины с пересече-
нием реберных хрящей вскрывают грудную клетку. Продолжая
разрез по средней линии до лобка, вскрываю? брюшную полость.
Для обеспечения удобного доступа к печени этот разрез дополня-
ют боковым, идущим параллельно правой реберной дуге. Моби-
лизуют печень, пересекая ее связочный аппарат. Из окружающих
230
тканей выделяют чревную и
общую печеночную артерию,
перевязывая и пересекая ле-
вую желудочную и селезе-
ночную артерии. Затем
очень осторожно выделяют
воротную вену, каудальную
полую вену в ее под- и над-
печеночном отрезках про-
ксимальнее впадения пече-
ночных вен. Пересекают
подпеченочный отдел кау-
дальной полой вены, затем
воротную вену, которую сра-
зу же канюлируют и начи-
нают перфузию охлажден-
ным до +28 °C сбалансиро-
ванным солевым раствором
с добавлением 3000—5000
ЕД гепарина. Наладив пер-
фузию, отсекают чревную ар-
терию у места отхождения
от аорты, затем пересекают
надпеченочный отрезок кау-
дальной полой вены, у две-
надцатиперстной кишки
пересекают общий желч-
ный проток и удаляют пе-
чень с участком диафрагмы,
который затем используют для фиксации трансплантата.
Полученный печеночный трансплантат, не прекращая перфу-
зию, размещают в левой подвздошной ямке несколько дисталь-
нее почки и приступают к III этапу — реваскуляризации допол-
нительной печени. С этой целью сначала перевязывают дисталь-
ный (подпеченочный) отрезок каудальной полой вены трансплан-
тата, а проксимальный — концом в бок вшивают в каудальную
полую вену реципиента. Также конец в бок анастомозируют
чревную артерию трансплантата с аортой или внутренней под-
вздошной артерией реципиента. Снимают зажимы и восстанав-
ливают артериальный кровоток в печени, после чего анастомози-
руют воротную вену с краниальной брыжеечной или каудальной
полой веной реципиента, предварительно удалив из воротной ве-
ны катетер. Снимают зажимы, восстанавливают кровоток в си-
стеме воротной вены трансплантата и осуществляют гемостаз.
Для восстановления путей оттока желчи накладывают холеци-
стоэнтероанастомоз и перевязывают дистальный конец общего
желчного протока. Рану брюшной полости послойно зашивают
наглухо. В течение 3—4 дней реципиенту постоянно вводят гепа-
рин, вливают растворы для поддержания гемодинамики.
231
Операция мало оправдана патофизиологически, так как
трансплантат вступает в конкурентные отношения с собствен-
ной печенью реципиента и постепенно атрофируется. Иногда про-
цесс атрофии развивается в печени реципиента. Поэтому данная
модель может служить лишь как средство отработки отдельных
деталей ортотопической аллотрансплантации печени и для дости-
жения согласованности между членами бригады хирургов, гото-
вящихся к этой операции. Другие модификации гетеротопиче-
ской трансплантации печени более сложны технически, далеки
по методике от техники ортотопической трансплантации и пото-
му почти не применяются.
Трансплантацию селезенки в эксперименте, как и в клинике,
осуществляют только в гетеротопическую позицию либо восста-
навливая сосудистые связи трансплантата с организмом реципи-
ента в аллогенной системе, либо в виде свободных фрагментов ее
ткани в аутогенной системе [Гордеева М. С., 1972; Скуба Н. Д.
и др., 1984].
Методика аллотрансплантации селезенки на сосудистой нож-
ке разработана еще A. Carrel (1910) и с тех пор существенных
изменений не претерпела [Аскерханов Р. П. и др., 1978; Фила-
тов А. Н. и др., 1965]. У донора срединным разрезом вскрывают
брюшную полость. В рану извлекают селезенку. Как правило,
она у собаки, лежащей на спине, переполнена кровью и резко
увеличена. Поэтому селезенку нужно поднять кверху, натягивая
сосудистую ножку, и, слегка сжимая, постараться выжать депо-
нировавшуюся кровь. Затем освобождают ворота селезенки и со-
судистую ножку от окружающих тканей, пересекая при этом ве-
точки, идущие к поджелудочной железе, и поэтапно перевязыва-
ют и пересекают желудочно-селезеночную связку. После мобили-
зации селезенки выделяют у места слияния с краниальной бры-
жеечной в£ной или впадения в воротную вену селезеночную ве-
ну и берут ее на держалку. Отодвигают кишечник вправо и
кверху, выделяют чревную артерию, последовательно перевязы-
вают и пересекают общую печеночную и левую желудочную ар-
терию и отсекают от аорты чревную артерию. Ее сразу же каню-
лируют и начинают перфузию раствором Рингера с гепарином,
имеющим температуру +20°... +28 °C. Пересекают селезеночную
вену и удаляют селезенку из организма донора.
У реципиента по вышеописанной методике вскрывают брюш-
ную полость, выделяют подвздошные сосуды и по типу конец в
бок или конец в конец анастомозируют артерию и вену транс-
плантата с внутренней или общей подвздошной артерией и веной
реципиента соответственно, снимают зажимы и восстанавливают
кровообращение в трансплантате. Селезенку помещают в таз и
рану брюшной стенки послойно зашивают наглухо.
В лабораторной практике применяют гетеротопическую ауто-
или аллотрансплантацию селезенки на сосудистой ножке. Орто
топическую ауто- или аллотрансплантацию не практикуют из-за
232
того, что она дает худшие результаты и при этом существенно
сложнее технически.
Вместо этой достаточно трудоемкой операции пользуются
аутотрансплантацией свободных фрагментов селезенки. Удален-
ную во время операции селезенку рассекают на фрагменты —•
пластины толщиной до 4 мм и площадью до 20x30 мм. Отбира-
ют такое количество фрагментов, чтобы по объему они составля-
ли примерно V4—7s часть селезенки. Эти фрагменты помещают в
образованный из брыжейки тонкого кишечника карман, гермети-
зируя его узловыми кетгутовыми швами, или завертывают их в
большой сальник. Фрагменты располагают в один слой, чтобы
поверхность каждого из них непосредственно прилегала к брю-
шине брыжейки или сальника.
Трансплантация сердца в гетеротопическую позицию одно
время усиленно пропагандировалась в клинике для разгрузки
собственного сердца реципиента, находящегося в критическом
состоянии. Способ этот себя не оправдал и оказался недостаточ-
но обоснованным с патофизиологических позиций. В эксперимен-
те гетеротопическую трансплантацию сердца применяют крайне
редко, ее целесообразно использовать лишь для отработки неко-
торых технических деталей ортотопической трансплантации, а
также для изучения эффективности методов повышения толе-
рантности сердца к посмертной ишемии, консервации и реанима-
ции трансплантата, эффективности иммунодепрессивной терапии.
В основе известных методов аллотрансплантации сердца в гете-
ротопическую позицию лежат разработанные В. П. Демиховым
еще в 1940—1947 гг. 24 различные модификации этой операции
[Демихов В. II., 1965; Лопухин Ю. М., 1971].
Приводим описание типичного варианта аллотрансплантации
сердца в гетеротопическую позицию в грудной полости по
Ю. М. Лопухину (1971), И. Д. Кирпатовскому и Э. Д. Смирновой
<1972).
Операцию проводят в условиях интубационного эфирно-кис-
лородного наркоза с искусственной вентиляцией легких.
I этап — подготовка ложа трансплантата и кровеносных со-
судов у реципиента. II этап — удаление сердца у донора,
III этап — собственно пересадка сердца в гетеротопическую по-
зицию.
На I этапе разрезом слева в четвертом или пятом межреберье
вскрывают грудную полость реципиента, рассекают перикард и
освобождают ушки сердца, выделяют дугу и нисходящий отдел
аорты, краниальную полую вену.
На II этапе у донора путем лево- или правосторонней торако-
томии в четвертом — пятом межреберье вскрывают грудную по-
полость. Перевязывают и пересекают непарную вену у ворот пра-
вого легкого. Выделяют и накладывают держалки на краниаль-
ную и каудальную полую вены. Вскрывают перикард и выводят
сердце наружу. Выделяют легочную артерию и восходящую аор-
ту. Между лигатурами перевязывают и пересекают плечеголов-
233
ной ствол и левую плечевую артерию. Дистальнее этой артерии
перевязывают и пересекают аорту. Тщательно отпрепаровыва-
ют, перевязывают и между лигатурами пересекают элементы
корня каждого легкого. Отделяют от сердца трахею. В краниаль-
ную полую вену вводят раствор гепарина и сразу же перевязы-
вают и пересекают полые вены. Извлекают сердце из грудной
полости донора.
На III этапе донорское сердце помещают в левую половину
грудной клетки реципиента. Анастомозируют каудальную полую
вену донора с ушком правого предсердия реципиента и сшивают
между собой ушки левого предсердия донора и реципиента. Ана-
стомозируют аорту и легочную артерию донора конец в бок с
восходящей аортой и легочной артерией реципиента соответст-
венно. Снимают все турникеты и зажимы, восстанавливают кро-
вообращение в трансплантате, осуществляют гемостаз и послой-
но зашивают рану грудной клетки.
Существуют также методы аллотрансплантации дополнитель-
ного сердца на шею или на бедро реципиента, однако большого
распространения они не получили и в настоящее время не приме-
няются.
Аллотрансплантация надпочечника в гетеротопическую пози-
цию разработана в нашей лаборатории В. В. Дяченко (1978).
Операцию выполняют под интубационным эфирно-кислородным
наркозом в условиях искусственной вентиляции легких в III эта-
па.
На I этапе у реципиента выделяют бедренные артерию и вену.
На II этапе у донора срединным разрезом вскрывают брюшную
полость. Для более удобного и широкого доступа к надпочеч-
никам его дополняют разрезами, идущими параллельно ребер-
ным дугам. Отводят влево и кверху желудок и рассекают почеч-
но-печеночную связку. Выделяют из окружающих тканей правую
почку и оттягивают ее влево и кверху. Затем последовательно
обнажают и пересекают между лигатурами правую поясничную,
каудальную диафрагмальную артерию и ее ветви, у ворот поч-
ки— правую почечную артерию, пояснично-надпочечниковую ве-
ну и удаляют правый надпочечник вместе с участком брюшной
аорты между чревной и почечными артериями, а также полой
вены с устьем пояснично-надпочечниковой вены.
Трансплантат отмывают с помощью шприца от крови, перфу-
зируя его раствором Хенкса при температуре + 18o...-j-20°C до
появления из магистральной вены прозрачной жидкости. Затем
из стенки аорты выкраивают площадку, включающую правую
почечную, поясничную и каудальную диафрагмальную артерию,
и формируют из пояснично-надпочечниковой вены площадку,
включающую устья срединных вен надпочечника.
На III этапе артериальную площадку вшивают по типу за-
платы в бедренную артерию реципиента, а венозную по такому
же типу — в бедренную вену. Снимают зажимы с бедренной ар-
терии, восстанавливая кровоток в трансплантате, проводят воз-
234
можно более полный гемостаз и рану на бедре послойно заши-
вают наглухо.
Заканчивая раздел о методах трансплантации органов на со-
судистой ножке в гетеротопическую позицию, следует подчерк-
нуть еще раз, что возможности этих операций ограничены узки-
ми рамками изучения отдельных технических деталей, оценки
эффективности способов консервации, толерантности к ишемии,
роли делимфатизации и денервации и т. д. Практическое значе-
ние имеет лишь гетеротопическая аллотрансплантация органов
внутренней секреции, селезенки, некоторых костей, содержащих
костный мозг (например, комплекса тимус — грудина при лече-
нии врожденных иммунодефицитных состояний по Ю. М. Лопу-
хину и Р. В. Петрову). Пересадка же в гетеротопическую пози-
цию других жизненно важных органов патофизиологически не
обоснована, технически крайне сложна и потому в лучшем слу-
чае может иметь лишь теоретическое значение.
Аллотрансплантация органов
в ортотопическую позицию
Аллотрансплантация жизненно важных органов в ортотопиче-
скую позицию наиболее обоснована и эффективна. В эксперимен-
те используют собак и крыс. Последние оказались чрезвычайно
устойчивыми к операционной травме, наркозу и нарушениям го-
меостаза, неизбежно возникающим после столь сложного хирур-
гического вмешательства. Правда, пересадка органов, у них воз-
можна лишь с помощью микрохирургической техники, но эти
сложности с лихвой окупаются тем обстоятельством, что транс-
плантацию можно выполнять на животных чистых линий—это
практически исключает иммунологический конфликт между до-
нором и реципиентом, кроме того, метод экономичен.
При аллотрансплантации жизненно важных органов у собак
прежде всего соблюдают три общих положения: 1. Операцию вы-
полняют под эфирно-кислородным интубационным наркозом в
условиях искусственной вентиляции легких, при систематическом
контроле в ходе операции кислотно-щелочного состояния и свер-
тывающей системы крови, на фоне гепаринизации донора и ре-
ципиента. 2. Операцию начинают одновременно двумя бригадами
хирургов, синхронно удаляющими трансплантат у донора и соот-
ветствующий, подлежащий замене орган у реципиента, а закан-
чивают одной бригадой, выполняющей собственно транспланта-
цию. 3. Операцию во всех случаях проводят в условиях 25—30%
гемодилюции донора и реципиента, переливания дезагрегирую-
щих растворов и введения дезагрегирующих лекарственных
средств. Целесообразно добавление к этим растворам до 0,1%
раствора перекиси водорода или 0,01% перманганата калия. Ос-
новные моменты этих операций проводим как они описаны в мо-
нографиях Ю. М. Лопухина (1971), И. Д. Кирпатовского и
235
Э. Д. Смирновой (1972) и В. П. Кулик (1986) с некоторыми до-
полнениями и уточнениями.
Аллотрансплантацию в ортотопическую позицию печени у со-
бак выполняют следующим образом. Сначала одна бригада на-
чинает гепатэктомию у донора. С этой целью срединным разре-
зом вскрывают брюшную полость. Последовательно пересекают
связочный аппарат печени и малый сальник. Затем выделяют во-
ротную вену до впадения селезеночной и краниальной брыжееч-
ной вен и каудальную полую вену на участке от почечных вен
до диафрагмы, отводя при этом кишечник влево и кверху. Боко-
вые сосуды перевязывают и пересекают, по возможности остав-
ляя прилегающие крупные лимфатические узлы. Печеночную
артерию выделяют на всем протяжении вместе с чревной арте-
рией от аорты до ворот печени, почти до ее деления на долевые
артерии, перевязывая и пересекая левую желудочную и селезе-
ночную артерию. Канюлируют у трифуркации брюшную аорту,
подводя катетер в чревную артерию, и дистальный отдел кау-
дальной полой вены. Начинают инфузию солевого раствора с ге-
парином, имеющего температуру +20°...+28 °C. Пунктируют
желчный пузырь, отсасывают из него желчь и через него промы-
вают внепеченочные желчные ходы, после чего отсекают общий
желчный проток от двенадцатиперстной кишки. Путем срединной
стернотомии вскрывают грудную полость и выделяют надпече-
ночный отрезок каудальной полой вены проксимальнее печеноч-
ных вен. Пересекают диафрагму, оставляя ее фрагмент вокруг
сосудов. В результате печень остается с соединенной с организ-
мом донора только магистральными кровеносными сосуда-
ми. В процессе мобилизации печени и ее сосудов стараются
максимально сохранить лимфатические сосуды, ствол блуж-
дающего нерва, его ветви и веточки симпатической нервной си-
стемы.
В это же время аналогичные манипуляции выполняют у реци-
пиента, но его печень не перфузируют, а устанавливают бедрен-
но-яремный обходной шунт для поддержания гемодинамики во
время беспеченочной фазы. После налаживания функции обход-
ного шунта, скелетирования печени и ее магистральных сосудов
при максимальном сохранении лимфатических узлов и элементов
вегетативной нервной системы перевязывают и пересекают об-
щий желчный проток у места впадения в него пузырного про-
тока.
В этот момент канюлируют через селезеночную вену ворот-
ную вену донора и перфузируют печень раствором Рингера с
лактатом натрия, имеющим температуру +4 °C, при давлении
80—100 см вод. ст. Этим достигается снижение температуры ор-
гана и отмывание его от крови. Одновременно пережимают над-
печеночный отрезок каудальной полой вены и весь отток от пече-
ни по системе воротной вены и печеночной артерии направляют
по каудальной полой вене через ранее введенный катетер нару-
жу. После полного удаления крови из донорской печени, продол-
236
Рис. 86. Ортотопическая трансплан-
тация печени у собак по Starze.
жая перфузию, пересекают
чревную артерию, надпеченоч-
ную полую вену, воротную ве-
ну, подпеченочную полую вену
и удаляют печень из брюшной
полости донора.
Кроме того, у донора до-
полнительно иссекают фраг-
менты бедренных артерий, по-
лой и подвздошной вен с тем,
чтобы использовать их в каче-
стве вставок, если окажется,
что анастомозирование сосу-
дов донора и реципиента без
натяжения невозможно.
В таком же порядке пере-
секают магистральные крове-
носные сосуды печени реципи-
ента и удаляют ее. Осуществив
максимально возможный гемо-
стаз в ложе органа, на место
удаленной печени помещают
аллотрансплантат.
Разместив трансплантат в
печеночной ямке, приступают к
его реваскуляризации. Снача-
ла конец в конец анастомози-
руют надпеченочный отрезок
каудальной полой вены донора и реципиента, затем ворот-
ную вену и конец в бок чревную артерию трансплантата
с брюшной аортой реципиента, предварительно удалив из
них катетеры. Пережимают надпочечную полую вену, снима-
ют зажим с воротной вены и печеночной артерии, восстанавливая
в печени кровоток. Первые 200—300 мл крови сливают через ка-
тетер, находящийся в подпеченочной каудальной вене, затем уда-
ляют его, конец в конец анастомозируют подпеченочные отрезки
каудальной полой вены и фиксируют аллотрансплантат к диаф-
рагме и мышцам брюшной стенки, чтобы предотвратить его по-
следующую ротацию, конец в конец анастомозируют общий
желчный проток. Затем, убедившись в нормализации гемодина-
мики, удаляют наружный берденно-яремный шунт, вводят про-
тамин-сульфат для восстановления свертываемости крови, осу-
ществляют окончательный гемостаз и послойно зашивают раны
грудной и брюшной полости. Окончательный вид операции пред-
ставлен на рис. 86.
Аллотрансплантация сердца в ортотопическую позицию. Пер-
вый этап операции выполняют одновременно на доноре и реци-
пиенте, он идентичен и заключается в кардиоэктомии. Отличие
состоит в том, что на период отсутствия сердца у реципиента его
237
гемодинамику обеспечивает аппарат искусственного кровообра-
щения (АПК).
Операцию проводят следующим образом. Разрезом слева в
четвертом — пятом межреберье вскрывают грудную полость, от-
крывая доступ к сердцу и крупным сосудам. Перевязывают и
•пересекают непарную вену. Выделяют и накладывают турникеты
на краниальную и каудальную полые вены непосредственно у пе-
рикарда. Кпереди от левого диафрагмального нерва вскрывают
перикард (у реципиента сохранение диафрагмальных нервов
обязательно). Края перикарда несколькими швами фиксируют к
краям раны, благодаря чему сердце несколько подается вперед.
У реципиента по обычной методике подключают АПК (канюли-
руют краниальную полую вену вблизи от ее впадения в правое
предсердие, канюлируют через бедренную вену каудальную по-
лую вену, а затем на противоположной конечности бедренную
артерию).
Удаляют сердце у донора, для чего пересекают восхо-
дящую аорту над местом отхождения коронарных артерий, ле-
гочную артерию на уровне конуса и оба предсердия, оставляя на
месте задние стенки с устьями впадающих в них сосудов. Таким
же способом удаляют сердце у реципиента.
Собственно аллотрансплантацию сердца начинают с наложе-
ния 2 швов-держалок у каждого конца межпредсердной перего-
родки, что придает правильное положение трансплантату и упро-
щает наложение основных швов. Межпредсердные перегородки
сшивают обвивным непрерывным швом с последующим перехо-
дом на заднюю полуокружность правого предсердия. Здесь есть
опасность захвата в шов и сужения устья каудальной полой ве-
ны. В таком случае шов распускают и накладывают снова. Су-
жение коронарного синуса особой опасности не представляет, по-
скольку создавшийся венозный подпор достаточно быстро ком-
пенсируется сбросом крови по расширяющимся сосудам Тебезия
непосредственно в полости сердца. Затем сшивают передние
стенки правого предсердия и анастомозируют левые предсердия.
Шов предсердий по возможности укрепляют вторым рядом не-
прерывных швов.
На следующем этапе анастомозируют конец в конец восходя-
щую аорту и легочную артерию. Швы, особенно на аорту, накла-
дывают очень осторожно и тщательно, так как стенки непрочны
ш швы часто прорезываются. Через левое ушко катетером дрени-
руют левый желудочек для временной декомпрессии после вклю-
чения сердца в кровоток (рис. 87, а, б, в, г, д)
После наложения всех швов снимают зажимы с крупных со-
судов, отключают АИК, вводят протамин-сульфат и проводят
окончательную остановку кровотечения из швов анастомозов.
После восстановления деятельности сердца, для чего могут по-
требоваться несколько разрядов дефибриллятора, ушивают кет-
гутовыми швами перикард, послойно зашивают рану грудной
стенки, полость плевры дренируют.
-‘238
Аллотрансплантация сердечно-легочного комплекса в ортото-
пическую позицию. Операцию на доноре и реципиенте проводят
также одновременно двумя бригадами хирургов.
Грудную полость вскрывают слева в четвертом — пятом меж-
реберьях или другим способом, принятым торакокардиальной хи-
рургией. Рассекают все легочные, перикардио-диафрагмальные го
перикардио-медиастинальные связки. Из окружающих тканей
выделяют до бифуркации трахею, сохраняя у реципиента в зад-
нем средостении блуждающие нервы, восходящую аорту до лево-
го плечеголовного ствола, легочную артерию, краниальную го
каудальную полые вены. После этого к реципиенту по обычного
методике подключают АПК. Затем у реципиента рассекают пе-
рикард, сохраняя диафрагмальный нерв, отделяют его от элемен-
тов сердца, после чего у обоих животных последовательно пере-
жимают и пересекают восходящую аорту, каудальную полую ве-
ну у диафрагмы, краниальную полую вену и над бифуркацией —
трахею. Удаляют препарат у реципиента и на его месте немед-
ленно помещают аллотрансплантат. Конец в конец анастомози-
руют аорту, краниальную и полые вены, трахею. Область швов*
на трахее герметизируют клеем, перикардом или другим спосо-
бом. Аллотрансплантацию сердечно-легочного комплекса закан-
чивают так же, как и аллотрансплантацию сердца.
Аллотрансплантация легкого в ортотопическую позицию,-
В лабораторной практике применяют чаще всего пересадку це-
лого легкого. Эту позицию, как указывают И. Д. Кирпатовскиго
и Э. Д. Смирнова (1972), сочетают либо с удалением контрала-
терального легкого, либо с перевязкой легочной артерии. В по-
следнем случае, особенно при отсроченной перевязке сосуда, на-
блюдается наивысший процент выживших животных.
Аллотрансплантацию легкого выполняют следующим обра-
зом. В положении на боку вскрывают грудную полость донора в*
пятом межреберье. Рассекают все связки корня легкого, спайки,,
а если операция идет на правом легком, то и непарную вену. Мо-
билизуют основной бронх до бифуркации трахеи, сохраняя брон-
хиальные артерии и, по возможности, нервные проводки. Пересе-
кают бронх вблизи бифуркации трахеи. Одновременно иссекают
из стенки грудной аорты площадку с бронхиальными артериями..
Мобилизуют легочную артерию внутриперикардиально до ее об-
щего ствола, рассекая перикард латеральнее диафрагмального*
нерва. Поскольку анастомозировать легочные вены технически’
очень сложно, их отсекают вместе со стенкой предсердия. Легкое1
извлекают из грудной полости и сразу же налаживают по
описанной методике перфузию охлажденным раствором через ле-
гочную артерию. Через специальный катетер с надувным окклю-
зирующим баллончиком легкое осторожно расправляют, вдувая*
через этот катетер воздух.
Одновременно со взятием трансплантата удаляют соответст-
вующее легкое реципиента, на его место помещают легкое доно-
ра, отмытое от крови и охлажденное. Затем анастомозируют
23S*
Рис. 87. Ортотопическая транс-
плантация сердца у собак по Bar-
nard.
а — канюляция магистральных сосудов
сердца реципиента; б *- пересечение
крупных сосудов и предсердий сердца
реципиента; в — сердце донора, подго-
товленное к пересадке; г — начальный
этап анастомозирования сердца донора
и реципиента; д — окончательный этап
операции.
предсердие донорского сердца с предсердием реципиента, конец
в конец легочную артерию и бронх. Снимают зажимы с легочных
вен, артерий и бронха и одновременно восстанавливают крово-
обращение и вентиляцию в аллотрансплантате. Осуществляют
гемостаз и герметизируют шов бронха. Анастомозируют конец в
бок сегмент донорской аорты с аортой реципиента, возобновляя
кровообращение в системе бронхиальных артерий. Дренируют
грудную полость и послойно зашивают рану грудной стенки до
дренажей.
240
Техника аутотрансплантации легкого, ауто- или аллотранс-
плантации доли легкого существенно не отличается от описан-
ной выше.
Аллотрансплантация кишечника в ортотопическую позицию.
Операция относится к числу наиболее сложных в транспланто-
логии, так как, во-первых, слизистая оболочка тонкой кишки
чрезвычайно чувствительна к ишемии (ее толерантность не пре-
вышает 15—20 мин); во-вторых, тонкая кишка состоит из отде-
лов, имеющих разный фило- и эмбриогенез, различную функцию
и потому по-разному реагирующих на аллотрансплантацию;
в-третьих, в собственной пластинке слизистой оболочки тонкой
кишки (в солитарных и агрегатных лимфатических фолликулах)
сосредоточено огромное количество иммунокомпетентных клеток,
в том числе продуцирующих иммуноглобулины; в-четвертых, сре-
ди клеток лимфатических фолликулов, как показали исследова-
ния, выполненные в нашей лаборатории [Шатрова К. М., 1979;
Кейсевич Л. В. и Когут Г. Н., 1981], имеются стволовые гемопо-
этические клетки, что позволяет отнести их к числу центральных
органов иммунитета; в-пятых, в просвете тонкой кишки и в ее
слизистой оболочке содержится сапрофитная условно патогенная
микрофлора, играющая важную роль в обеспечении процессов
пищеварения, синтеза жизненно важных веществ и их всасыва-
ния, поддержании иммунного гомеостаза, но, естественно, ме-
няющая свои свойства в условиях аллотрансплантации. В ре-
зультате после аллотрансплантации тонкой кишки между транс-
плантатом и реципиентом возникают весьма сложные взаимо-
отношения, несущие в себе черты реакции «трансплантат против
хозяина». По этой же причине операция представляет большой
16 Заказ № 418
241
интерес как с точки зрения чисто хирургической, так и теорети-
ческой, позволяющей вскрыть различные аспекты физиологиче-
ской роли тонкой кишки в организме, механизмов пищеварения
и т. д.
Операцию выполняют по известным правилам ортотопиче-
ской аллотрансплантации одновременно на доноре и реципиенте
двумя бригадами. Брюшную полость донора и реципиента вскры-
вают срединным разрезом от мечевидного отростка до лонного
сочленения. Кишечник отводят вправо и кверху, после чего ста-
новятся видны брюшная аорта и отходящие от нее чревная арте-
рия, краниальная и каудальная брыжеечные артерии, почечные
артерии. Мобилизируют и пересекают тонкую кишку на участке
на 1—2 см дистальнее выводного протока поджелудочной желе-
зы и на 3—5 см проксимальнее слепой кишки, а также по самому
корню брыжейки, стараясь сохранить все ветви краниальной
брыжеечной артерии. Выделяют краниальную брыжеечную вену
как можно ближе к месту ее слияния с селезеночной. В процес-
се выделения у реципиента необходимо сохранить сосуды, отво-
дящие кровь от толстого кишечника и входящие в бассейн кау-
дальной полой вены. Затем рассекают париетальную брюшину
на аорте по ее левой поверхности и обнажают основной ствол
краниальной брыжеечной артерии. При этом неизбежно пересе-
кают ветви чревного сплетения, мелкие кровеносные и лимфати-
ческие сосуды. Кишечный трансплантат остается соединенным с
донором только сосудистой ножкой, которую пересекают между
двумя зажимами, после чего удаляют трансплантат; его сразу
переносят на место удаленной тонкой кишки реципиента и не-
медленно приступают к реваскуляризации. Она заключается в
анастомозировании конец в конец сначала краниальных брыже-
ечных артерий донора и реципиента, затем — вен. Зажимы с кро-
веносных сосудов снимают в обратном порядке.
Непрерывность кишечника восстанавливают, анастомозируя
конец в конец терминальные отрезки кишечника донора и реци-
пиента в области илеоцекального угла и бок в бок отрезка две-
надцатиперстной кишки. Для фиксации аллотрансплантата в фи-
зиологическом положении узловыми кетгутовыми швами сшива-
ют брыжейку донора и реципиента и фиксируют ее корень к па-
риетальной брюшине между брюшной аортой и каудальной по-
лой веной. Обязательным этапом является анастомозирование
лимфатических узлов бок в бок или конец в конец, а также сши-
вание ^чревного сплетения, облегчающее последующую симпати-
ческую реиннервацию трансплантата. Затем осуществляют гемо-
стаз, туалет брюшной полости и рану брюшной стенки послойно
зашивают наглухо. Известные по литературе методы аутотранс-
плантации тонкой кишки в ортотопическую позицию аналогичны
вышеописанному в техническом отношении. Гетеротопическая
ауто- и аллотрансплантация тонкой кишки отличается лишь мес-
том расположения трансплантата и сосудами, с которыми ана-
стомозируют брыжеечные артерию и вену.
242
Аллотрансплантация яичка в ортотопическую позицию. Наи-
более удобным объектом для экспериментов является собака,
хотя в отдельных случаях, например при моделировании варико-
целе, используют крыс. По методике С. С. Райциной и соавт.
(1979) с этой целью у подопытных животных выделяют сосуди-
стое сплетение у переднего полюса левого семенника и вводят в
него пластиковый катетер диаметром до 1 мм. Затем накладыва-
ют на окружающую катетер ткань сплетения лигатуру и удаляют
ого. Благодаря затрудненному оттоку крови постепенно форми-
руется варикоцеле.
Одно- или двусторонний крипторхизм, как правило, модели-
руют у собак. Операция не вызывает особых технических затруд-
нений. После введения в наркоз и опорожнения мочевого пузыря
разрезом от пупочного рубца до лобкового сочленения вскрыва-
ют брюшную полость, выделяют семенной канатик, после чего,
осторожно подтягивая за него, вывихивают яичко из мошонки
через паховый канал в брюшную полость. Осуществляют гемо-
стаз, туалет брюшной полости и рану брюшной стенки послойно
зашивают наглухо.
Наиболее сложна ауто- или аллотрансплантация яичек, ко-
торая служит моделью аутоиммунных поражений мужских поло-
вых желез, а также пригодна для изучения роли нервной систе-
мы в осуществлении функции яичек и т. д.
По И. Д. Кирпатовскому и Д. Л. Горбатюку (1986) ауто-
трансплантация яичек у собак проводится следующим образом.
После срединной лапаротомии от мечевидного отростка до лобка
открывается доступ к аорте и задней полой вене в местах впаде-
ния и выхода тестикулярных сосудов. В сосудистые влагалища
аорты и задней полой вены для профилактики спазма сосудов
вводят 20—30 мл 0,5% раствора новокаина. Мобилизацию сосу-
дов начинают с аорты. Для этого на 1 !/2—2 см проксимальнее ее
трифуркации надсекают париетальный листок брюшины и с по-
мощью диссектора подводят под нее резиновую держалку. Таким
же образом подводят держалку под аорту на 2—3 см прокси-
мальнее отхождения тестикулярной артерии. После рассечения
париетальной брюшины на всем протяжении брюшной аорты,
несколько латеральнее ее левого края, последнюю приподнима-
ют на держалках и тупым путем, подходя к позвоночной ее по-
верхности, обнаруживают и пересекают между двумя лигатура-
ми поясничные артерии, которые отходят от задней или заднебо-
ковой поверхности брюшной аорты попарно. Обычно пересекают
2—3 пары поясничных артерий, после чего аорту мобилизуют на
протяжении 5—6 см. Во избежание травмирования яичковой
артерии аорту очищают от излишних тканей, не доходя до места
отхождения ее на 1—Р/2 см. Это способствуе! также сохранению
добавочных артериальных веточек в случае рассыпного типа от-
хождения тестикулярной артерии. Левую яичковую артерию пе-
ресекают между двумя лигатурами. Мобилизация задней полой
вены проходит гораздо проще, поскольку на участке ее выделе-
16*
243
ния необходимо пересечь всего лишь 2—3 поясничные веточки.
Вену также мобилизуют в обе стороны от впадения тестикуляр-
ной вены.
После мобилизации аорты и задней полой вены единым бло-
ком производят мобилизацию тестикулярных сосудов до внут-
реннего отверстия пахового канала. Яичко из мошонки выделяют
вместе с влагалищной оболочкой и через расширенный паховый
канал проводят в брюшную полость, освободив на всем протяже-
нии от связей с окружающими тканями. Аорту и заднюю полую
вену пересекают поочередно с последующим сшиванием механи-
ческим или ручным швом выше и ниже отхождения и впадения
яичковых сосудов. Срок ишемии аутотрансплантата яичка со-
ставляет 20—30 мин.
Второй вариант ортотопической аутопересадки яичка отли-
чается формированием венозного звена сосудистой ножки транс-
плантата, включающей участок левой почечной вены. При этом
выполняется левосторонняя нефрэктомия. Венозный анастомоз
осуществляется путем вшивания площадки левой почечной вены
(у места впадения в нее тестикулярной вены) в бок задней полой
вены. Эти же авторы разработали весьма эффективную и относи-
тельно простую в техническом плане методику аллотранспланта-
ции яичка на сосудистой ножке. Ее выполняют в несколько эта-
пов.
I этап. Вскрытие брюшной полости послойным срединным разрезом от
мечевидного отростка до лонного сочленения.
II этап. Мобилизацию сосудистой ножки начинают с брюшной аорты.
Для этого на Р/2—2 см проксимальнее трифуркации аорты надсекают парие-
тальный листок брюшины и диссектором подводят под нее резиновую держал-
ку. Таким же образом подводят держалку под аорту на 2—3 см проксимальнее
отхождения тестикулярных артерий. После рассечения брюшины на всем про-
тяжении брюшной аорты последнюю поднимают на держалках и, подходя ту-
пым путем к позвоночной ее поверхности, обнаруживают поясничные артерии,
отходящие попарно. Их пересекают между лигатурами. Как правило, достаточ-
но пересечь 2—-3 пары поясничных артерий. Аорту мобилизуют на протяжении
5—6 см в области отхождения тестикулярных артерий. Мобилизацию задней
полой вены проводят до уровня впадения в нее почечных вен несколько выше
этого участка. Для этого пересекают 2—3 поясничные веточки. Левую почечную
вену выделяют тщательно на всем протяжении. После мобилизации аорты,
задней полой и почечной вен единым блоком мобилизуют тестикулярные со-
суды до внутреннего пахового кольца.
III этап. Яички выделяют из мошонки вместе с придатками в оболочках
и через расширенные паховые каналы проводят в брюшную полость.
IV этап. Последовательно накладывают сосудистые зажимы на прокси-
мальный и дистальный концы брюшной аорты, затем на дистальный (ниже
впадения правой тестикулярной вены) и проксимальный (выше впадения
почечных вен) концы задней полой вены, а также зажимы на правую и левую
(у почечных ворот после впадения тестикулярной вены) почечные вены. На-
кладывают лигатуры на правую почечную вену (у места ее впадения в заднюю
полую вену), левую почечную вену между зажимом и впадением в нее те-
стикулярной вены, а также на заднюю полую вену ниже впадения правой
тестикулярной вены.
V этап. Рассечение артериальных и венозных компонентов сосудистой
ножки трансплантата производят кнутри от зажимов, между зажимом и лига-
турой. После пересечения семявыносящих протоков яички с сосудистыми нож-
244
ками извлекают. Из сегмента аорты выкраивают площадку с таким расчетом,
чтобы устья тестикулярных артерий находились в ее центре. В таком виде
трансплантат готов к пересадке.
VI этап. При вскрытии брюшной полости разрез кожи и подкожной
клетчатки производят по проекции трансректальной линии, более глубокие
слои — по белой линии живота.
VII этап. Мобилизацию брюшной аорты и задней полой вены производят
так же, как при заборе трансплантатов у донора, но в данном случае их очи-
щают от излишних тканей на всем протяжении отдельно и освобождают от
тестикулярных сосудов.
VIII этап. Удаление собственных яичек реципиента: после выделения их
из мошонки семенные канатики прошивают, перевязывают и дистальные лига-
туры пересекают.
IX этап. Кровоснабжение в трансплантатах восстанавливают путем вши-
вания площадки аорты донора в бок аорты реципиента. Показателем восста-
новления кровообращения в трансплантатах служит истечение крови из вен
сосудистых ножек, а также пульсация тестикулярных артерий. С целью сокра-
щения времени ишемии трансплантатов венозный анастомоз (конец задней по-
лой вены донора в бок задней полой вены реципиента) осуществляется на фо-
не восстановленного кровообращения в трансплантатах. После наложения ве-
нозного анастомоза снимают зажимы с вены.
X этап. Трансплантаты проводят через расширенные паховые каналы и
размещают в мошонке.
XI этап. Послойное закрытие операционной раны обычным способом.
В тех случаях, когда целью эксперимента является не только
изучение эндокринной функции пересаженного яичка, но и спер-
матогенеза с последующим осуществлением размножения, вос-
станавливают проходимость семявыносящего протока, используя
микрохирургическую технику и атравматические иглы с нитью
№ 8,0 и 9,0. Для сохранения проходимости выводного протока его
предварительно необходимо эндопротезировать с последующим
наложением узлового шва и укреплением швов клеевой компози-
цией. Через несколько суток эндопротез удаляют. По данным
И. Д. Кирпатовского и Д. Л. Горбатюка (1986), проходимость
анастомоза через 90 сут после операции сохраняется у 61% под-
опытных животных.
Аллотрансплантация органов у мелких лабораторных животных
Появление операционных микроскопов, шовного материала
№ 8—11,0, специальных инструментов позволило разработать
основные технические приемы сшивания кровеносных сосудов ди-
аметром 3—4 мм и менее, а также соединения лимфатических
сосудов. Так возникла микрохирургия сосудов и стала возмож-
ной ауто- или аллотрансплантация органов у мелких лаборатор-
ных животных, среди которых, как уже упоминалось выше, наи-
более подходящим объектом оказались крысы.
Благодаря микрохирургической технике, наряду с трансплан-
тацией жизненно важных органов, удалось пересаживать на со-
судистой ножке кожные лоскуты, большой сальник, реплантиро-
вать пальцы, пересаживать периферические нервы с сопоставле-
нием всех элементов нервного ствола, что существенно улучшает
результаты и сокращает сроки реиннервации тканей и органов.
245
Микрохирургическая техника позволила И. Д. Кирпатовскому
разработать и в 1976 г. осуществить на практике принципиаль-
но новую операцию — одномоментную аллотрансплантацию на
сосудистой ножке яичек и гипофиза—для лечения заболеваний,
связанных с функциональной недостаточностью этих органов.
Для практического применения микрохирургической техники
с целью трансплантации органов лабораторию дополнительно ос-
нащают операционным микроскопом, рассчитанным на одновре-
менную работу хирурга и ассистента, специальным прецизион-
ным инструментарием, изготовленным из титана или сверхтвер-
дых сплавов, а также шовным материалом № 8—11,0 с атравма-
тическими иглами. Детально эти вопросы освещены в моногра-
фии И. Д. Кирпатовского и Э. Д. Смирновой (1978).
Трансплантацию органов у крыс, в отличие от подобных опе-
раций у собак, осуществляют таким образом, что в состав сосу-
дистой ножки трансплантата включают соответствующий сегмент
аорты и полой вены диаметром 0,5—1,8 мм. Поэтому естественно
выполняют лишь аллотрансплантацию, что, впрочем, существен-
ного значения не имеет, поскольку аутологичную систему с ус-
пехом имитирует пересадка органов и тканей у животных чистых
линий.
У мелких лабораторных животных пересаживают почку, серд-
це, сердечно-легочный комплекс, тонкую кишку (включая и две-
надцатиперстную), селезенку, печень. Операции выполняются
однотипно и заключаются в том, что сосуды трансплантата конец
в бок анастомозируют соответственно с брюшной аортой и кау-
дальной полой веной реципиента.
В отличие от обычных методов анастомозирования сосудов
является то, что эту манипуляцию у крыс выполняют без ротации
сосудов: сначала между двумя держалками сшивают заднюю по-
луокружность сосудов, а затем переднюю. Предпочтительнее
накладывать не обвивной шов, поскольку он даже при самой иде-
альной технике неизбежно суживает анастомоз, а 6—12 узловых
швов в зависимости от диаметра сосуда.
Наиболее сложна ортотопическая аллотрансплантация пече-
ни у крыс, приводим методику по Lee S. et al. (1975). У донора
из торакоабдоминального доступа пересекаю! связки печени, пе-
ченочную артерию и пилорическую вену. На уровне правой по-
чечной вены пересекают каудальную полую вену. Канюлируют
воротную вену и через нее промывают печень (5—6 мл 0,85%
раствора хлорида натрия). Затеям пересекают на уровне селезе-
ночной вены воротную вену, краниальную полую вену и удаляют
печень из организма, пересекая общий желчный проток.
У реципиента после срединной лапаротомии и мобилизации
печени пересекают сначала каудальную диафрагмальную вену,
затем печеночную артерию и общий желчный проток. Возможно
ближе к печени пересекают каудальную и краниальную полые
вены и удаляют печень. На ее место укладывают печень донора,
конец в конец анастомозируют краниальные полые вены транс-
246
Рис. 88. Микрохирурги-
ческая техника сшивания
нервных стволов.
плантата и реципиента, затем их воротные вены, после чего сни-
мают с анастомозированных сосудов зажимы, возобновляя кро-
воток в системе воротной вены. После восстановления нормаль-
ной темно-вишневой окраски печени анастомозируют конец в ко-
нец каудальные полые вены трансплантата и реципиента и вос-
станавливают проходимость желчевыводящих путей, вшивая
общий желчный проток в двенадцатиперстную кишку. С целью
сокращения длительности операции кровоток в системе печеноч-
ной артерии не восстанавливают, ибо, как оказалось, перевязка
печеночной артерии на функцию печени, состояние ее структур
и продолжительность жизни животных не влияет.
Благодаря развитию микрохирургии на качественно новом
уровне возродился интерес к трансплантации периферических
нервов. Доказано, что если сшивание отрезков нервного ствола
при незначительном диастазе или вшивании трансплантата про-
водить с учетом анатомических структур и максимально точно
сопоставлять их друг с другом, то регенерация и восстановление
функции происходят быстрее и более полно. Микрохирургиче-
ская техника пластики нервных проводников и лимфатических
сосудов приобретает особое значение при аллотрансплантации
органов, так как полная денервация и делимфатизация отрица-
тельно влияют на функцию и трофику трансплантата. Сущест-
вует несколько методик микрохирургического соединения пери-
ферических нервов (рис. 88). Перечислим основные приемы, по-
зволяющие добиться наилучших результатов при пересадке или
сшивании нерва: 1) тщательное сопоставление внутристволовых
структур, особенно нервных пучков и окружающего их перинев-
рия, а также исключение перекрута нервного ствола или транс-
плантата; 2) последующее сшивание нервных пучков перинев-
ральным швом; 3) сшивание узловым швом эпиневрия для гер-
метизации места соприкосновения нервных пучков и преграды
для прорастания регенерирующих волокон наружу. При транс-
плантации нерва, если есть возможность, желательно анастомо-
зировать конец в бок магистральную артерию и вену трансплан-
тата с соответствующими близлежащими сосудами реципиента.
Этот прием хотя и увеличивает продолжительность операции, но
247
""... ............. f_________
u&ttttwinx \ .dVMiiliJ
Рис. 89. Анастомозирование сосудов с использованием микрохирургии.
вместе с тем уменьшает объем некробиотических изменений в
трансплантате, ускоряет процессы его перестройки, способствуя
тем самым регенерации поврежденного нерва [Галич С. П. и др.,
1983; Чайковский Ю. Б., 1987].
И. Д. Кирпатовский и Э. Д. Смирнова (1978) для сшивания
периневрия используют нейлоновую нить № 10—11,0 на режу-
щей атравматической игле, а для эпиневрия — шелковую
№ 6—8,0 или нейлоновую нить № 7—8,0. Узловые швы, нало-
женные на периневрий, либо сразу завязывают, сближая (не до
соприкосновения) нервные пучки, либо прокалывают их через
эпиневрий и выводят на кожу, не завязывая, и через неделю уда-
ляют. Эпиневрий сшивают следующим образом: сначала на рас-
стоянии 180° по окружности накладывают два направляющих
узловых шва. Их затягивают и завязывают так, чтобы между
концами нерва оставался зазор до 2 мм. Затем накладывают
узловые швы на переднюю поверхность нерва, ротируют заднюю
поверхность кнаружи и накладывают на нее узловые швы. Про-
веряют герметичность швов и укладывают сшитый нерв на его
ложе. Зашивают мышцы и кожу.
Одним из частых осложнений при микрохирургическом ана-
стомозировании кровеносных сосудов являются тромбоз в обла-
сти анастомоза и кровотечения. Для профилактики кровотечения
рекомендуется присыпать шов порошком тромбина или оберты-
вать его полоской из силикона, фасции, какой-либо пленкой из
248
полимера с клеевым покрытием, которые удерживают на сосуде
несколько минут, а затем удаляют.
Оптимальным способом профилактики тромбоза является
тщательное соблюдение всех технических деталей операции и
особенно сопоставление эндотелия и других слоев стенки сосуда.
Венозный тромбоз вследствие замедленного кровотока встречает-
ся чаще. Для его профилактики стремятся увеличить диаметр
анастомоза, используя один из известных в сосудистой хирургии
приемов: вшивание в стенку сосуда заплаты из вены, выкраива-
ние участка для анастомозирования в области ветвления сосуда,
пересечение сосуда под углом 45°, бужирование анастомозируе-
мых сосудов и т. д. (рис. 89).
Применение механического сосудистого шва в микрохирургии
пока ограничено, так как требует использования специальной
аппаратуры.
Профилактика осложнений
при аллотрансплантации органов
Наиболее частым осложнением является тромбоз анастомо-
зов. Действительной мерой профилактики этого осложнения слу-
жит прежде всего скрупулезное соблюдение всех технических
деталей анастомозирования сосудов. Следует иметь в виду, что
у животных, особенно у собак, активность свертывающей систе-
мы крови в норме несколько повышена, у кроликов, наоборот,
более высока активность противосвертывающей системы, поэто-
му, в частности, они малопригодны для моделирования тромбоза.
При трансплантации органов активность свертывающей системы
возрастает на фоне угнетения противосвертывающей. Это ведет к.
нарушению агрегатного состояния крови, развитию пристеноч-
ных тромбов в крупных сосудах трансплантата и у реципиента,
тромбозам в сосудах микрогемоциркуляторного звена и диссеми-
нированному внутрисосудистому свертыванию. Поэтому жела-
тельно в первые 2—3 сут вводить подопытным животным дезаг-
реганты и гепарин, в последующие 3—4 дня — антикоагулянты
непрямого действия, постепенно снижая их дозу, чтобы не возник
синдром отмены.
Весьма эффективно снижает частоту тромботических ослож-
нений, особенно венозных, использование конструкций в качест-
ве каркаса, поддерживающего стенку сосудов в области шва. Это
могут быть наружные кольца, втулки, трубки, сетчатые цилинд-
ры (рис. 90). Хорошие результаты получены при использовании
колец из декальцинированной кости по методике, разработанной
в нашей лаборатории Е. Б. Медвецким: малоберцовую аллокость
распиливают на отдельные фрагменты и декальцинируют в рас-
творе трилона Б. Такое кольцо будучи мягким и эластичным лег-
ко прошивается атравматической иглой. После окончания ана-
стомозирования сосудов кольцо в одном месте рассекают, наде-
вают на сосуд в области анастомоза и фиксируют к нему не-
сколькими швами.
249
Рис. 90. Протезы соедине-
ния кровеносных сосудов.
1, 2 — Пайра; 3 — Флега; 4 —
Еира; 5 — Весеекипа; 6 — Сини-*
цына; 7—8 — Блекмора; 9 — До-*
нецкого.
Действенной мерой профилактики развития стриктур в
области межсосудистого анастомоза (особенно венозного) с по-
следующим тромбозом или холедохохоледохоанастомоза являет-
ся введение после наложения шва в сосуд или общий желчный
проток металлической спирали, применяющейся в рентгеноэндо-
васкулярной хирургии для эмболизации сосудов. Обрастая со
стороны просвета эндотелием или слизистой оболочкой, они слу-
жат каркасом, препятствующим развитию стриктуры анастомоза,
снижают риск возникновения тромбоза.
Рекомендуем также подбирать сосуды для анастомозирова-
ния таким образом, чтобы диаметр артерии реципиента был не-
сколько большим диаметра артерии трансплантата, а диаметр
вены трансплантата большим, чем диаметр вены реципиента. Ве-
ны следует анастомозировать только конец в бок или в виде
заплаты, артерии — конец в конец или конец в бок.
Если даже объем притока крови будет недостаточным, это
менее опасно для трансплантата, чем затруднение оттока и раз-
витие венозной гиперемии (исключение составляет сердце; ком-
пенсация достигается за счет сосудов Тебезия), создающей наи-
более благоприятные условия для тромбоза. Для обеспечения
адекватного кровотока в артериовенозную ножку трансплантата
включают сосуды, наиболее близкие к сосудам первого порядка,
а при возможности — фрагменты аорты и полых вен [Ку-
лик В. П,. 1986].
Наряду с техническими погрешностями и изменениями со-
стояния свертывающей и противосвертывающей систем крови оп-
ределенную роль в развитии тромбоза и нарушения функции
трансплантата играет и полная его денервация.
Известно, что в десимпатизированном органе наблюдается
сначала расширение микрососудистого русла, что ведет к депо-
нированию крови, а затем сосудистый спазм, сменяющийся впо-
следствии паретическим расширением внутриорганной сосуди-
250
стой сети. Наряду с воздействием биогенных аминов и других
(до конца еще не выясненных) факторов это ведет к развитию
блока оттока и гибели трансплантата. Кроме того, в процессе
удаления органа у реципиента перед ортотопической аллотранс-
плантацией, как правило, пересекаются нервные стволы (напри-
мер, блуждающий нерв), сплетения и проводники, иннервирую-
щие другие внутренние органы, что отрицательно сказывается на
их функции.
Отсюда следует, что при удалении органа у реципиента необ-
ходимо крайне осторожно выделять его из окружающих гканей,
чтобы, по возможности, сохранить в целости блуждающий, диаф-
рагмальный нервы и их ветви и т. д. Если нервы повреждены, не-
обходимо с помощью микрохирургических приемов восстановить
их целостность, а возникший дефект восполнить трансплантатом.
При сохранении у трансплантата основных нервных стволов и их
ветвей следует анастомозировать эти нервные проводники с соот-
ветствующими нервами реципиента.
Реиннервации органов брюшной полости большое внимание
уделял в своих исследованиях Д. М. Голуб (1964). Он предло-
жил метод органопексии, т. е. подшивания, например, тонкой
кишки к реиннервируемому органу; сшиваемые поверхности
предварительно скарифицируют, нервные волокна в таком слу-
чае достаточно быстро врастают в реиннервируемый орган.
Хорошие результаты, особенно при аллотрансплантации киш-
ки, дает анастомозирование ветвей блуждающего нерва, кау-
дального подчревного сплетения и т. д. с выполнением не только
эпиневрального, но и периневрального шва. По данным В. П. Ку-
лик (1986), при трансплантации тонкой кишки прохождение
нервных импульсов отмечается сразу же после анастомозирова-
ния сплетений. Затем этот рефлекс исчезает, развиваются типич-
ная для денервированных структур повышенная чувствитель-
ность к нейрогуморальным воздействиям и функциональные рас-
стройства. В конце первой (при ортотопической пересадке) или
третьей (при гетеротопический пересадке) недели после опера-
ции уже выявляются колбы роста нервных волокон. Через —
1 72 мес наблюдается восстановление нервных связей трансплан-
тата с организмом реципиента.
Оригинальную методику соединения нервных волокон вегета-
тивных сплетений мелкого калибра для хирургической реиннер-
вации любого пересаженного висцерального органа предложил
в 1967 г. И. Д. Кирпатовский. В основе метода — принцип соеди-
нения швом не самих стволов, а фасциально-клетчаточных лос-
кутов, на которых находятся эти нервы (рис. 91). С этой целью
выкраивают фасциально клетчаточный лоскут в области сосуди-
стой ножки трансплантата и сосудов реципиента, с которыми
предстоит анастомозировать артерию и вену донорского органа.
После реваскуляризации трансплантата оба лоскута неплотно
соединяют 2—3 П-образными швами, прикрывая область анасто-
моза сосудов.
251
Рис. 91. Реиннервация транс-
плантатов по И. Д. Кирпа-
товскому.
1 — каудальная полая вена и
брюшная аорта собаки: 2—3 —
проксимальный и дистальный
участки фасциально-клетчаточно-
го лоскута; 4 —* соединение фас*
циально-клетчаточных лоскутов
донора и реципиента.
Однако проблема реиннервации ауто- и аллотрансплантатов,
несмотря на обилие предложенных методик, нуждается в фунда-
ментальной разработке, и простор для научного поиска здесь
достаточно большой.
Лимфообращение оказывает существенное непосредственное
воздействие на исход пересадки органов. Трансплантат, естест-
венно, полностью делимфатизирован, и образующаяся в процессе
его жизнедеятельности лимфа либо скапливается в интраорган-
ных лимфатических капиллярах, интерстиции, что способствует
развитию отека и нарушению интраорганной микроциркуляции,
либо пропотевает через паренхиму наружу и, накапливаясь в ок-
ружающих тканях и клетчаточных пространствах, способствует
нагноению и другим осложнениям.
Для релимфатизации трансплантата предложено несколько
методов. Наиболее сложен технически метод анастомозирования
лимфатических сосудов. Его применяют, как правило, при реп-
лантации конечностей или кишечника. Используя операционный
микроскоп и микрохирургическую технику, магистральные лим-
фатические сосуды непосредственно сшивают между собой конец
в конец либо, если без натяжения сделать это невозможно, про-
тезируют недостающий фрагмент канюлей из полиэтилена.
Распространенным способом релимфатизации является ана-
стомозирование лимфатического сосуда конец в бок с лимфати-
ческим узлом или веной реципиента. Метод технически сложен
и недостаточно эффективен, так как довольно часто устье анасто-
мозированного сосуда облитерируется.
К наиболее простым способам релимфатизации транспланта-
та относится анастомозирование лимфатических узлов переса-
женного органа и реципиента, для чего в процессе изъятия орга-
на у донора и удаления органа у реципиента сохраняют макси-
мально возможное число региональных лимфатических узлов.
252
Для анастомозирования соответствующих лимфатических узлов
конец в конец или конец в бок на нужном участке рассекают
капсулу, иссекают корковое вещество, приводят в непосредствен-
ное соприкосновение мозговое вещество лимфатических узлов
трансплантата и реципиента и с помощью микрохирургической
техники сшивают их капсулу. Лимфонодуло-венозный анастомоз
конец в конец или конец в бок также технически несложен, одна-
ко спустя две — четыре недели возможно прекращение лимфоот-
тока по анастомозу вследствие эндотелизации поверхности лим-
фатического узла, обращенного в просвет вены, или тромбирова-
ния лимфатических путей кровью, проникающей при развитии
венозной гиперемии.
Нагноение послеоперационной раны или ложа транспланта-
та— часто встречающиеся осложнения, добиться излечения в
этих случаях очень трудно и в условиях клиники, а у животных
они часто становятся неразрешимой задачей. Конечно, самый
эффективный способ профилактики нагноений — это строжайшее
соблюдение асептики и антисептики на всех этапах изъятия
трансплантата, отмывания его от крови и при консервации, в
процессе собственно трансплантации и т. д. Но, как свидетельст-
вует опыт, даже и в этом случае нагноение может возникнуть,
что связано прежде всего с активизацией условно-патогенной
аутомикрофлоры, как правило, устойчивой к известным противо-
микробным средствам. Поэтому парентеральное применение
антибиотиков даже в больших дозах безрезультатно. Положи-
тельный результат может принести введение антибиотика (или
различных комбинаций антибиотиков) донору за 3—4 ч, а реци-
пиенту в момент операции, но этот прием также не всегда позво-
ляет добиться успеха.
По нашим данным, примерно в 85—90% случаев достичь же-
лаемого результата удается при местном применении антибиоти-
ков или фуразолидона, предварительно иммобилизованных на
гидрофобной матрице из полиметилсилоксана (ПМС). Данную
лекарственную форму по И. М. Самодумовой31 готовят непосред-
ственно перед употреблением: порошок полиметилсилоксана
(ПМС) заливают избытком этанола, благодаря чему он стано-
вится гидрофильным. Замещают этанол 0,85% раствором хлори-
да натрия. Сливают его и, не давая высохнуть, сразу же смеши-
вают с раствором иммобилизуемого лекарства. В течение 48 ч
смесь высушивают при комнатной температуре. Получаемый по-
рошок с закрепленным на ПМС лекарством вновь становится
гидрофобным. Его вносят в рану после окончания операции, по-
крывая всю ее поверхность равномерным слоем. Рана, как пра-
вило, заживает первичным натяжением после однократного при-
менения препарата. Лекарство можно иммобилизовать и на гид-
рофильной основе (активированный уголь, аэросил), однако в та-
81 Шалимов А. А. и соавт. Способ лечения гнойно-септических за-
болеваний. Авторское свидетельство № 1144699. Бюл. № 10, 1985.
253
ком случае резко возрастает экссудация и условия заживления
ухудшаются.
Таким образом, ведущими методами профилактики осложне-
ний при ауто- или аллотрансплантации органов следует считать:
1) воздействие на агрегатное состояние крови путем гемодилю-
ции, введения антикоагулянтов и дезагрегантов как во время опе-
рации, так и в раннем послеоперационном периоде; 2) строжай-
шее соблюдение технических приемов создания сосудистых ана-
стомозов и наложения сосудистого шва с использованием микро-
сосудистой техники; 3) реиннервация трансплантата путем ана-
стомозирования основных нервных стволов, замещения дефектов
нерва трансплантатом, сшивания нервных сплетений, использо-
вания фасциально-клетчаточных лоскутов и т. д. с помощью
микрохирургической техники; 4) релимфатизация трансплантата
путем анастомозирования лимфатических сосудов между собой,
в том числе с использованием полимерных трубочек-вставок, ана-
стомозирования лимфатических сосудов или лимфатических
узлов с веной, анастомозирования лимфатических узлов между
собой также с использованием микрохирургической техники;
5) профилактическое применение иммобилизованных на гидро-
фобной матрице противомикробных лекарственных веществ.
Естественно, наряду с указанными мерами профилактики ос-
ложнений на результаты пересадки влияет и эффективность под-
держания кислотно-щелочного состояния, углеводного обмена,
нормальной концентрации сывороточных белков и другие меро-
приятия, проводимые в зависимости от результатов системати-
ческого контроля основных параметров гомеостаза.
ЗАКЛЮЧЕНИЕ
Изложенный в руководстве материал в основном отражает
главные направления по моделированию общепатологических
процессов методами экспериментальной хирургии, разрабаты-
вающиеся экспериментаторами на протяжении последних 20 лет,
т. е. за период, прошедший после выхода в свет монографии
Д. С. Саркисова и П. И. Ремезова (1960). Авторы основное вни-
мание уделили работам отечественных исследователей, во-пер-
вых, потому, что первоисточники использованных публикаций бо-
лее доступны читателям, и, во-вторых, потому, что при сравни-
тельном анализе выяснилось, что они ни в чем не уступают за-
рубежным, а в ряде случаев предложенные отечественными ав-
торами модели превосходят зарубежные по информативности и
более обоснованы патофизиологически. Кроме того, недостаточ-
ная популяризация исследований советских авторов в моногра-
фической литературе, более читаемой, чем публикации в перио-
дических изданиях, в ряде случаев оставляет их неизвестными
широкому кругу научных работников и, как следствие, ведет к
использованию более поздних аналогичных зарубежных предло-
жений.
Сделав основной упор на воспроизведение патологических
процессов у собак, авторы прежде всего исходили из убеждения,
что они более всего пригодны для моделирования заболеваний
человека. Вместе с тем мы хотели бы подчеркнуть, что современ-
ными способами можно воспроизвести далеко не все заболева-
ния, требующие своего изучения в эксперименте, например забо-
левания пищевода. Получаемые модели все же в большой степе-
ни условны и, конечно, не в полной мере соответствуют заболе-
ваниям человека, сближаясь с ними главным образом в общепа-
тологических проявлениях, свойственных как всему животному
царству, так и только представителям класса млекопитающих.
Поэтому, хотя прямая экстраполяция данных, полученных в опы-
тах на собаках, на человека и возможна, полная антропогениза-
ция эксперимента, конечно, недопустима, так же как недопустим
прямой перенос в клинику результатов испытания новых лекар-
ственных препаратов и методов лечения, поскольку реакция орга-
низма животного и человека на один и тот же раздражитель или.
лекарственное вещество различна.
В силу ограниченности объема книги некоторые новые модели
заболеваний в нее не включены. Авторы будут благодарны за
критические замечания читателей и присланные ими указания на
неиспользованные в работе источники.
Таблица 1
Определение возраста собак по И. П. Западнюку и соавт. (1974)
Возраст собаки
До 3 нед
От 3 до 4 нед
От 4 до 5 нед
От 1 до 1 !/г мое
от Р/г ДО 2 мес
От 2 до 4 мес
От 3 до 5 мес
От 4 до 6 мес
От 6 до 7 мес
От 7 до 14 мес
В 15 мес
В 2 года
От 21/2 до 3 лет
В 4 года
В 5 лет
К 7 годам
В 10—12 лет
Время появления зубов, их смены и стирания
Зубы отсутствуют
Появляются 4 клыка на верхней, а спустя несколько
дней — на нижней челюсти
Появляются 6 резцов, следовательно, к месяцу собака
имеет все передние зубы
Появляются два первых коренных зуба
Появляется 3-й коренной зуб
Молочные зацепы сменяются на постоянные
Молочные средние сменяются на постоянные, появля-
ется первый вставной зуб в нижней челюсти
Молочные окрайки сменяются постоянными, появляются
4-й и 5-й коренные зубы
Появляется 6-й коренной зуб
Резцы с 3 зубцами, остроконечные, белые, без призна-
ков стирания
Стираются нижние зацепы
Нижние зацепы стерты, верхние начинают сравниваться
Стираются нижние средние резцы и сравниваются верх-
ние зацепы
Стираются верхние зацепы и сравниваются средние,
нижние окрайки теряют зубцы
Все резцы стерты
Клыки начинают притупляться
Все коронки зубов стерты
Таблица 2
Количество ингредиентов для приготовления раствора первомура
(по В. И. Стручкову, 1983)
Количество рабочего рас- твора, мл Ингредиенты, мл
30—33 % пере- кись водорода муравьиная к-та вода, мл
100% 85%
1 000 17,1 6,9 8,1 16,2 До 1 000
2 000 34,2 13,8 2 000
5 000 85,5 34,5 40,5 5 000
10 000 171,0 69,0 81,0 10 000
Таблица 3
Показатели гемодинамики у беспородных собак по Е. В. Серовой
и А. В. Покровскому (1962); М. М. Долговой (1973); М. С. Маргулису
и соавт. (1976) и М. В. Борисюку (1974)
Показатели Значение
Минутный объем сердца Ударный объем сердца Сердечный выброс 119+3,2 мл/мин/кг 1,1 ±0,04 мл/кг (1,96±0,13 л/мин) 0,12 л/мин-кг
256
Продолжение
Показатели
Объем циркулирующей крови
Время кровотока
АД (бескровным методом)
систолическое
диастолическое
(кровавым методом по И. П. Западнюку и
соавт., 1974)
систолическое
диастолическое
Объемная скорость кровотока в артериях кишеч-
ника
Объемная скорость кровотока в артериях конечно-
сти
Давление в венечном синусе
Давление в легочной вене (зависит от давления
в левом предсердии)
Давление в левом предсердии
Давление в правом предсердии
Давление в легочной артерии
Центральное венозное давление
Давление в задней полой вене
Давление в воротной вене
Давление в печеночных венах
Объемный кровоток в печени
Потребление кислорода тканью печени
Сопротивление кровотоку в сосудах печени
Желчеотделение печени
Пульс в мин
Дыхание в мин
Значение
81 ±1,24 мл/кг
14±0,37 с
130—180 мм рт. ст.
80—145 мм рт. ст.
120—160 мм рт. ст.
30—60 мм рт. ст.
48±4,1 мл/мин/1000 см3
10,2± 1,5 мл/мин/1000 см3
4—12 см вод. ст.
3,5—20 см вод. ст.
8 мм рт. ст.
3 мм рт. ст.
10—30 мм рт. ст.
10—85 мм рт. ст.
17±4 мм вод. ст.
112±3 мм вод. ст.
(50—170 мм вод. ст.)
20 — 4-60 мм вод. ст.
1,34-0,09 мл/г/мин
5,0±0,27 мл О2/100 г/мии
0,024±0,05 усл. ед.
1,1 ±0,26 мл/100 г/ч
72—132
10—30
Таблица 4
Показатели кислотно-щелочного состояния и газов крови по В. С. Асатиани
(1960); В. Г. Дееву (1970); И. П. Западнюку и соавт. (1974)
Показатели
Буферные основания, мэкв/л (ВВ)
Стандартные бикарбонаты, мэкв/л (В)
Сдвиг буферных оснований, мэкв/л (BE)
Рсов, ММ рт. ст.
Резервная щелочность, г/л
Кислород, о б/%
Углекислота, о б/%
Ро2, мм рт. ст.
Общие основания, мэкв/л
Значение
38.30±2,10
37,50±2,53
19,20± 1,32
17,50±1,56
—7,7±2,23
—5,5±1,74
39,30±8,25
42,10±6,38
320—414
585
17,8—20,6
39,21—49,47
47,18—56,02
90,4—93,5
40,3—50,2
|7 Заказ № 418
257
Таблица 5
Средние данные и максимальные отклонения показателей ЭКГ у здоровых
ненаркотизированных собак
Показатель' ЭКГ Пределы нор- мальных ва- риаций М+ш Максимальные отклонения пределов вариаций
Частота сердечных сокращений в мин Длительность (с) 82 —
R-R 0,78—0,50 0,64±0,03 1,2—0,32
R-Q — 0,12±0,00 0,16—0,10
QRS — 0,06±0,00 0,08—0,04
Q-T 0,21—0,20 0,21+0,00 0,26—0,16
Т—Р 0,45—0,18 0,32±0,03 0,94—0,00
р 0,07±0,00 0,08—0,06
R —— 0,04±0,00 0,05—0,03
Амплитуда/мА/во II стандартном от-
ведении
Р — 0,23±0,02 0,12—0,38
Q 0,33±0,07 0,00—0,80
R 1,44—1,57 1,53+0,15 0,20—2,70
S — 0,14+0,04 0,00—0,50
т — 0,31 ±0,05 0,10—0,68
Таблица 6
Показатели водно-электролитного баланса по В. С. Асатиани (1960);
Г. В. Домрачеву (1958); И. А. Западнюку и соавт. (1974)
Вещество Биологическая среда Количество, г/л
Калий Кровь Сыворотка Эритроциты 0,25—0,32 0,188—0,1952 0,18—0,20
Кальций Кровь Сыворотка 0,053—0,145 0.1—0,12
Натрий Кровь Сыворотка Эритроциты 3,00—3,67 4,26—4,29 2,80—2,85
Магний Кровь Сыворотка Эритроциты 0,45—0,058 0,03—0,05 0,041—0,06
Хлор Кровь Сыворотка Эритроциты 2,96—3,3 4,023—4,138 1,352—1,361
Неорганический фосфор Кровь Сыворотка Плазма 0,03 0,02—0,04 0,03—0,06
Железо Кровь 580—620
Вода Кровь Плазма Сыворотка Эритроциты 792—842,7 310—950 923 627—644
258
Таблица 7
Содержание азота и белковых веществ по В. С. Асатиани (1960);
И. П. Западнюку и соавт. (1974)
Вещество Биологическая среда Количество, г/л
Азот аммиака Кровь 0,0022—0,0042
Азот мочевины Кровь из периферической вены 0,1—0,2
Кровь из легочной артерии 0,064
Кровь из бедренной артерии 0,167
Аминокислоты свобод-
ные
аланин 0,0546
аспарагиновая
кислота 0,003
аргинин 0,0291
цистин 0,0195
глицин 0,0178
глутаминовая
кислота 0,0161
гистидин 0,0184
изолейцин 0,0206
лейцин 0,0224
лизин 0,0489
метионин 0,0057
фенилаланин 0,0142
пролин 0,0142
серин 0,0091
триптофан 0,0098
тирозин 0,0045
треонин 0,0003
валин 0,0270
Аммиак Кровь из периферической вены 0,0015—0,0042
Кровь из бедренной артерии 0,0001—0,0009
Кровь из бедренной вены 0,0006—0,0013
Креатинин Кровь 0,01—0,017
Мочевина Сыворотка 0,019
Кровь 0,125—0,255
Таблица 8
Показатели углеводного обмена по В. С. Асатиани, (1960); Ю. М. Лопухину
и ссавт. (1970); Л. С. Локшину и соавт. (1973); Т. Ш. Магдиеву (1974);
И. А. Комарову и соавт. (1976)
Вещество Биологическая среда Количество (г/л)
Гликоген Глюкоза Сахар Общий билирубин Аммиак крови Молочная кислота Кровь Плазма Кровь Плазма Кровь Плазма 0,1—0,5 0,05—0,13 0,6—07 1,25 0.55 0,86—1,6 0,16—0,13 0,01—0,5 8,0—15
17*
259
Таблица 9
Средние показатели миелограмм 100 здоровых собак по Т. И. Корецкой
(1973)
Составные эле- Процент Абс. число
менты костного
мозга М±т шах min М±гп max min
Общее число
миелокарио- цитов * — — — 291929+13937 633 300 82 700
Миелограмма Ретикулярные 2,126±0,210 55 260
клетки 12,80 0,00 6220+705 0
Гемогистобла- 3,371 ±0,044
сты 2,00 0,00 982+133 7 540 0
Гемоцитобла- 1,037±0,075
сты 4,25 0,00 2914+258 13 820 0
Миелобласты Промиелоциты 0,747+0,057 3,40 0,00 2141+208 9 560 0
нейтрофиль- ные 2,176+0,151 7,00 0,00 6,001+490 27 720 0
Миелоциты 5,222+0,208 5,40 1,80 15483+1013 57410 2 070
Юные 8,235+0,322 22,60 3,00 23994+1484 77 150 3 260
Палочкоядер- ные Сегментоядер- 22,089±0,602 46,40 1040 2,40 63103+3294 193 420 103 250 11 780 5 620
ные 12434+0,586 30,20 33884+1998
Промиелоциты
эозинофиль- ные 0,040+0,011 0,60 000 93+26 1 340 0
Миелоциты 1,354+0,076 3,80 0,00 39 68 ±304 14 100 0
Юные 0,970+0,072 3,60 0,00 2860+267 11 250 0
Палочкоядер- ные 1,518+0,104 5,20 0,00 4503±429 24 860 0
Эозинофилы Мл иониты 0,781+0,090 5,585+0,269 4,80 13,60 0,00 0,80 229+325 15426+997 19910 51760 0 1510
Лимфоциты 4,926+0,300 21,40 0,20 14353+1154 66 000 360
Проэритробла- сты 0,888+0,068 4,00 0,00 2641+266 15 940 0
Эритробласты базофильные 0,803+0,056 3,25 0,00 1969+248 14320 0
Эритробласты
полихрома- тофильные 13,788+0,694 35,60 1,40 43004±3567 203 400 1810
Нормобласты
полихрома- тофильные 12,380+0,618 33,80 0,60 38479±2990 140610 750
Нормобласты
оксифиль- ные 1,401±0,162 11,80 0,00 3919±399 17 230 0
Плазматичес- 2,80 0,00 2507+192 9 200
кие клетки 0,891+0,063 0
Фагоцитирую- щие клетки Мегакариобла- 0,407+0,045 2,00 0,00 1170+151 7 090 0
сты, мегака- риоциты 0,029+0,09 0,50 0,00 84+30 2200 0
260
Таблица 10
^Количество костного мозга в различных отделах скелета взрослых собак в %
к общей массе костного мозга по А. П. Корже в у и соавт. (1968)
Части скелета Количество костного мозга
красный желтый смешанный
Скелет 70,68 ±2,81 18,99±0,64 12,94±2,41
Череп: 4,14±0,51 —
нижняя челюсть 0,95±0,49 2,03
кости подъязычного
аппарата 0,15±0,03 *—
Кости шеи 5,45±0,21 1
Кости грудины: 12,17=1=0,50 —-
ребра 14,99=1=1,07 —
грудина 1,66=1=0,15 —
лопатка 4,77±0,13 —
Кости передней конечности:
плечевая 8,65±0,55 2,06
локтевая 1,77=1=0,11
лучевая — 1,84=1=0,13 —
кисть 4,3±0,23
Кости поясничного отдела 10,35±0,48
Крестец 2,33±0,19 1 —
Кости таза 6,58±0,56 ~
Кости задней конечности:
бедро 7,28=1=0,12 8,86±0,24 1
большая берцовая кость 4,27±0,34
малая берцовая кость 0,37±0,02
стопа 4,46±0,37
Кости хвоста 0,59=1=0,17 1,63±0,15
Таблица 11
Технические условия рентгенографии органов и частей тела собаки
(f от 50 до 75 см)
Объект исследования Напряжение (кВ) Сила тока (мА) Время (с)
Комплекс органов после инъекции
суриком 7 100 2
Почки 60 100 1,5
75 200 0,12
Комплекс органов 50 30 1,2
Поджелудочная железа 30 20 0,8
Конечность: фас 35 30 1
профиль 30 20 0,8
Плечевой сустав 75 100 2
Кожа 25 20 1,5
261
Таблица 12
Коэффициент Мальтанера
Степень лизиса эритроци- тов Коэффи- циент Мальта- нера Степень лизиса эритроци- тов Коэффи- циент Мальта- нера Степень лизиса эритроци- тов Коэффи- циент Мальта- нера Степень лизиса эритроци- тов Коэффи- циент Мальта- нера
0,10 0,644 0,31 0,852 0,51 1,008 0,71 1,197
0,11 0,658 0,32 0,860 0,52 1,016 0,72 1,209
0,12 0,671 0,33 0,868 0,53 1,024 0,73 1,221
0,13 0,684 0,34 0,878 0,54 1,032 0,74 1,233
0,14 0,696 0,35 0,884 0,55 1,04 0,75 1,246
0,15 0,707 0,36 0,892 0,56 1,048 0,76 1,260
0,16 0,718 0,37 0,900 0,57 1,057 1,066 0,77 1,275
0,17 0,728 0,38 0,908 0,58 0,78 1,290
0,18 0,738 0,39 0,916 0,59 1,075 0,79 1,305
0,19 0,748 0,40 0,924 0,60 1,084 0,80 1,320
0,20 0,758 0,41 0,932 0,61 1,093 0,81 1,337
0,21 0,766 0,42 0,940 0,62 1,102 0,82 1,351
0,22 0,776 0,43 0,948 0,63 1,112 0,83 1,375 1,393
0,23 0,785 0,44 0,956 0,64 1,122 0,84
0,24 0,794 0,45 0,964 0,65 1,132 0,85 1,415
0,25 0,803 0,46 0,972 0,66 1,142 0,86 1,438 1,464
0,26 0,812 0,47 0,979 0,67 1,152 0,87
0,27 0,820 0,48 0,986 0,68 1,163 0,88 1,490
0,28 0,828 0,49 0,993 0,69 1,174 0,89 1,521
0,29 0,30 0,836 0,884 0,50 1,000 0,70 1,185 0,90 1,552
Таблица 13
Отличительные свойства Т- и В-лимфоцитов по В. И. Говалло (1977)
Свойство Лимфоциты
То 1 Г1 Т2
Стимуляция митогенами ФГА конконавалин А митоген лаконоса липополисахарид Е. coli Способность к образованию розе- ток спонтанных иммунных Наличие поверхностных антигенов 0 V* Th MBLA Наличие иммуноглобулиновых де- 1 -4_ т -г
терминант на мембране Наличие рецепторов к антигену Чувствительность к: —
Х-облучению кортикостероидам Способность к рециркуляции Ч—F +1+1
262
Продолжение
Свойство Лимфоциты
То Т1 т2 в
Расселение изологичных клеток в летально облученном реципиен- те: селезенка
лимфатические узлы — —— —" I"" НН
Активность лизосомальных фер- ментов Высокая (кислая фосфатаза) Низкая (ще-
Стимуляция тимозином лочная фосфата- за)
Проходимость через антигенные колонки: + -
Иммуногенность Распознавание антигена, киллерная хелперная и депрессорная функции, участие в трансплантаци- онном и противоопухоле- вом иммунитете Продукция гумораль- ных анти- тел
СПИСОК ЛИТЕРАТУРЫ
Арзамасцев Е. В., Крупнее а Л. В. Экспериментальная модель атеросклероза у
крыс, вызванного атерогенной диетой и стрессом//Использование моделей
патологических состояний при поиске биологически активных препаратов.—
М., 1983. —Ч. I. — С. 7—7.
Аурин Л, И., Чикунова Б. 3. Растровая электронная микроскопия хронической
экспериментальной язвы желудка//Бюл. экспер. биол. — 1980. — № 7. —
С. 114—117.
Архипов В. Д. Экспериментальный травматический остеомиелит нижней челю-
сти у собак//Тезисы докладов 29-й науч, сессии Куйбышевского мед. ин-
ститута.— Куйбышев, 1971. — С. 17—18.
Арцимович Н. Г„ Настоящая Н, Н., Шалъмикова Ю. А. Современные иммуно-
логические методы для отбора лекарственных препаратов//Использование
моделей патологических состояний при поиске биологически активных пре-
паратов. — М., 1983. — Ч. I. — С. 10—11.
Бонашевская Т. И., Литвинов Н. Н., Ламентова Т. Г. Биологические модели
гепатотоксического эффекта, созданные с помощью четыреххлористого уг-
лерода и нитрозодиметиламина//Использование моделей патологического
состояния при поиске биологически активных препаратов. — М., 1983. —
Ч. I. — С. 20—21.
Борисевич В. Б. Простой способ окраски латекса//Арх. анат. — 1969. — № 2.—
С. 81—82.
Борисюк М. В. Терапия нарушений кровообращения При висцеральном шоке//
Экспер. хир. — 1974. — № 6. — С. 81.
Броновицкий А. 10., Кривчик А. А. Острая и хроническая недостаточность ве-
нозного кровотока//Моделирование заболеваний. — М., 1973. — С. 248—
251.
Быкова Н. А., Жебро Т. А., Серов В. В., Шапиро И. М. Метод ангиорентгено-
графии в патологической анатомии//Арх. пат. — 1955. — №3. — С. 71—72.
Василенко В. Х„ Гребнев А. П. Болезни желудка и двенадцатиперстной киш-
ки.—М.: Медицина, 1981. — 344 с.
Вербицкий М, Ш., Вязов О. Е. Экспериментальное моделирование врожденного
предрасположения к инфекционным заболеваниям//Акуш. и гин. — 1974.—
№ 3. — С. 20—25.
Веселов А. Я., Кример Г. М., Чуднер В. 3. Некоторые особенности патогенеза
экспериментального травматического остеомиелита//Журнал микроби-
ол. — 1980. — № 9. — С. 52—56.
Вечеровский И. Ф., Цынкаловский Р. Б. Роль инфекции и нарушений кровооб-
ращения в развитии экспериментального остеомиелита при гиперергиче-
ской реакции в костном мозгу (феномен Шварцмана)//Труды Пермского
мед. института. — Пермь, 1968. — Т. 84. — С. 568—571.
Вилявин Г. Д., Кочиашвили В. И., Калтаев К. К. Кисты и свищи поджелудоч-
ной железы. — М.: Медицина, 1977.— 191 с.
Вилянский М. ГЕ, Гальперин Ю. М, Экспериментальная модель спазма сосудов
тазовых конечностей, вызванного хроническим раздражением поясничных
симпатических узлов//Экспер. хир. — 1963. — № 6. — С. 55—56.
264
Вихерт А. М. К вопросу об этиологии, патогенезе и гистогенезе атеросклероза//
Кардиология. — 1974. — № 12. — С. 61—66.
Вихерт А. М., Быковская К. H.t Рыфф И. М. Экспериментальные аутоиммун-
ные кардиомиопатии у нескольких поколений животных//Кардиология. —
1977. — № 4.— С. 126—132.
Вишневский А, А. (мл.), Адамян А. А., Шишка К. и др. Окклюзия элементов
корня легкого и ветвей дуги аорты через верхнюю торакальную аппарату-
ру//Экспер. хир. — 1974. — № 5. — С. 31—34.
Вороний Ю. До питания про ролю та значения специф!чних комплемент — зв’я-
зующих антипл за выьного Переса джування testisZ/Укр. мед. арх.—1929.—
№ 2. — С. 69—85.
Врублевский ГЕ К>, Дегтярева Л. В., Кабан А. П., Кейсевич Л. В. Морфофунк-
циональные изменения желудочно-двенадцатиперстной зоны при экспери-
ментальном эрозивно-язвенном гастродуодените//Врач. дело.— 1981. —
№ И. —С. 3—6.
Гаврилов О. К- Физиологическая система регуляции агрегатного состояния
крови//Проблемы и гипотезы в учении о свертывании крови. — М., 1981.—
С. 11—25.
Галич С. IL, Чайковский Ю. Б., Яценко В. П. и др. Микрохирургическая алло-
нейротрансплантация в эксперименте//Клин. хир. — 1983. — № 12. —
С. 11—14.
Ганичкин А. М., Гранов А. М., Довинер Д. Г* Ангиогепатография. — Л.: Ме-
дицина, 1972.— 208 с.
Гельштейн Э. М., Рапопорт Е, Л., Богдатьян М. Г. Об аллергической природе
ревматизма//Тер. арх. — 1935. — Т. 13, № 4. — С. 11—26.
Гельфман А. Е., Горошевская Т. В., Канаева Э. Ф. и др. Экспериментальное
воспроизведение аутоиммунного гастрита у собак//Новые методы исследо-
вания в гастроэнтерологии. — Новосибирск, 1969. — С. 109—113.
Герцен П. А. Экспериментальное исследование о действии на почки веществ,
возникающих в крови при иммунизации животных почечною тканью или
при повреждении одной почки. — М.: Тип. Яковлева, 1909. — 286 с.
Гершанович М. Л. Экспериментальное воспроизведение аллергических процес-
сов и за болев аний//Восцроизведение заболеваний у животных для терапев-
тических целей. — М., 1954. — С. 26—49.
Гичка С. Г. Экспериментальное изучение капиллярного русла миокарда при
гормональных повреждениях и их фармакологической коррекции//Врач. де-
ло. — 1985. — № 8. — С. 27—29.
Глинский Б. А., Грязнов Б. С., Дынин Б. С,, Никитин Е. П. Моделирование как
метод научного исследования. — М.: Изд-во Московского гос. ун-та. —
1965. —248 с.
Говалло В. И. Иммунитет к трансплантатам и опухолям. — М.: Медицина,
1977. — 241 с.
Голуб Д. М. Образование новых нервных и сосудистых путей органов малого
таза. — Минск: Наука и техника, 1964. — 200 с.
Гончаров П, П. О тампонаде сердца. — Л.: Изд. Воен. мед. акад. РККА, 1936.—
98 с.
Гордеева М. С. Об источниках регенерации трансплантированной селезенки.
Бюл. экспер. биол. — 1972. — №7. — С. 136—140.
Гордиенко А. Н. Экспериментальная иммунология. — Киев: Здоров’я, 1972. —
204 с.
Громнацкий Н. И. К механизму развития диссеминированного микротромбоза
при генерализованной реакции Шварцмана//Бюл. экспер. биол. — 1972. —
№ 5. — С. 20—22.
Губарь В. Л. Физиология и экспериментальная патология желудка. — М.: Ме-
дицина, 1970. — 308 с.
Гублер Е. В. Моделирование заболеваний. — М.: Медицина, 1973. — 251 с.
Гулянский Л. Н. Парабиотическая интоксикация//Пат. физиол. — 1976.—
№ 4. — С. 85—90.
Даштаянц Г. А., Красовская О. О. Тромбоэластография в клинической практи-
ке. — Киев: Здоров’я, 1972. — 91 с.
Дегтярева Л. В. Изменения структур аллотрансплантата поджелудочной желе^
265
зы в раннем посттрансплантационном периоде//Врач. дело.— 1979.—№ 1.—-
С. 84—87.
Демихов В, П. Пересадка жизненно важных органов в эксперименте. — М.:
Медгиз, 1960. — 259 с.
Джавахишвили Н. А., Комахидзе М. Э„ Цагарели 3. Г. Сосуды сердца в норме
и патологии. — Тбилиси: Мецниереба, 1982. —348 с.
Димешитейн И. Б. Моделирование острого и хронического панкреатитов//Пат.
физиол. — 1973. — № 6. — С. 74—78.
Довгялло Г. X., Крыжановский В. Л. Практическое руководство по исследова
нию свертывающей системы крови в клинике. — Минск: Беларусь, 1969.—
189 с.
Докукин А. В., Белиловский М. А., Доведов И. П., Позина М, С. Синхронизи-
рованное вспомогательное кровообращение при экспериментальной недо-
статочности миокарда//Экспер. хир. — 1974. — № 3. — С. 12—15.
Долгат Д. М. Экспериментальный внепеченочный блок.//Экспер. хир.— 1973.—
№ 1. —С. 38—39.
Долгат Д. М. К оценке способов хирургического лечения портальной гипертен-
зии//Экспер. хир. — 1974. — № 3. — С. 34—35.
Дукова В. С., Зарудин В. В., Шевелев А. С., Федотов Е. А. Малигнизация лим-
фоидной ткани у потомков мышей-гибридов с индуцированной до беремен-
ности реакцией «трансплантат против хозяина». Докл. АН СССР.—1976.—
Т. 230, № 1.—С. 237—239.
Дыскин Е, А., Мефодовская 7. М., Моисеева М. Л., Тихонова Л, П, К изучению
микроциркуляторного русла методом выявления лактатдегидрогеназы//'
Арх. анат.— 1976. — № 11. — С. 105—108.
Дяченко В. В. Сравнительный морфохимический анализ изменений в свободном
и пересаженном на сосудистых связях аллотрансплантатах надпочечника
в различные сроки после пересадки//Врач. дело. — 1978, — № 5. — С. 132—
135.
Егоров Б. А. Различие и сходство аллергии животных и человека. — Врач,
дело. — 1937. — № 7. — С. 545—552.
Елисеев В. В., Новиков В, П., Заводская И. С. и др. Морфофункциональный
анализ лечебного эффекта некоторых нуклеозидов и нуклеотидов при ней*
р о дистрофическом поражении миокарда//Использование моделей патологи-
ческих состояний при поиске биологически активных препаратов. — М.,
1938. —Ч. I. —С. 57-58.
Ефимов А. С., Гордиенко В. М., Ткачук Ю. В. и др. Экспериментальное модели-
рование диабетических ангиопатий//Физиол. журн.— 1981.—№ 1.—С. 88—*
94.
Жандаров Н. И., Дружинина М. С. Морфологическая характеристика различ-
ных моделей экспериментального хронического панкреатита//Актуальные
вопросы гастроэнтерологии. — Минск, 1973.— С. 135—137.
Жданов Д. А. Современные методы и техника морфологических исследова-
ний.— М. — Л.: Медгиз, 1955. — 261 с.
Жеденоз В. Н. Общая анатомия домашних животных. — М.: Сов. наука»
1958.— 582 с.
Зарзар А. С. Манометрия протоков поджелудочной железы собаки до и во вре-
мя операционной панкреатографии//Мед. журн. Узбекистана.— 1968. —
№ 9. — С. 46—50.
Здродовский П. Ф. Проблемы инфекции, иммунитета и аллергии. — М.: Мед*
гиз, 1969. — 344 с.
Зедгенидзе Г. А. Экспериментальные фиброзные дистрофии костей.— Л., 1-й
Ленингр. мед. ин-т, 1938. — 162 с.
Зейферт А. Собака. — М., 1907. — 73 с.
Зеленикин М. Н. Операция для создания модели хронической артериальной ги-
поксемии в эксперименте//Экспер. хир.— 1975. — № 5.— С. 45—50.
Золотаревский В. Г,, Тугаринова В. Н., Дрозд Т, Н. и др. К сравнительной ха-
рактеристике экспериментального «аутоиммунного гепатита» и хроническо-
го гепатита человека//Морфологические основы клинической и эксперимен-
тальной патологии.— М., 1972. — С. 161—166.
Золотухин А. С. Рентгено-ангиология.— Л/ Акад, наук, 1934. — 239 с.
266
Королев Б. А.. Гаг у шин В. А. Хирургия циррозов печени. — М.: Медицина,
1973. — 160 с.
Котовщикова М. А., Кузник Б. И. Простой метод определения естественного
лизиса и ретракции кровяного сгустка//Труды 5-й Всесоюз. науч. конф, вра-
чей-лаборантов,— Ставрополь, 1965. — С. 127—130.
Кошкин В. И., Нагибин В. И. К методике получения экспериментального остео-
миелита.//Экспер. хир.— 1970. — № 3.— С. 49—51,
Кошкин В, M.f Истомин Н. П., Кузнецов И. А., Исаев М, Р. Функциональное
состояние сердечно-сосудистой системы при острой окклюзии терминаль-
ного отдела аорты в эксперименте//Кардиология.— 1975.—№ 8. —С. 102—
106.
Кравков Н. П. Об амилоидозе, экспериментально вызываемом у животных.
Дис ... СПб, 1894. —46 с.
Краковский И. И., Мазаев Л. Н. Ангиография в хирургии сосудов конечностей
и шеи. — М.: Медицина, 1964. — 288 с.
Крутик И. Г., Пименова Т. И. Электрокардиограмма у собак//Экспер. хир. —
1971. —№ 5. —С. 18-25,
Кудряшов Б. А. Биологические проблемы регуляции жидкого состояния крови
и ее свертывания. — М.: Медицина, 1975. — 488 с.
Кулик В. П. Пересадка органов пищеварения. — М.: Изд-во Ун-та дружбы
народов, 1986.— 180 с.
Кулик В. П., Решетникова Л. К. Донорские легкие как бактериальный фильтр
в экстракорпоральной системе//Пат. физиол. — 1982. — № 6. — С. 68—70.
Кульчицкий К. И., Кейсевич Л. В., Бульда И. Д. Новые инъекционные рентгено-
контрастные массы и применение их при рентгенографии на фотобумагу//
Арх. анат. — 1983. — №6,- 81—83.
Кунцевич В, В. Положительное значение редуцированного кровообращения при
ишемии. — М.: Медицина, 1979.— 190 с.
Куприянов В. В. Пути микроциркуляции: (Под световым и электронным ми-
кроскопом).— Кишинев: Картя Молдовеняскэ, 1969.— 182 с.
Куюн Л. А, Иммунологические реакции при аллергических поражениях лег-
ких. — Киев: Здоровья, 1983. — 189 с.
Лабораторные методы исследования системы гемостаза/Балуда В. П., Барка-
ган 3. С., Голдберг Е. Д. и др./—Томск: Красное Знамя, 1980. — 313 с.
Лазарис Я, А., Лазарис А. Я. Экспериментальный диабет, вызванный гидрокси-
хинолином//Бюл. экспер. мед. — 1967. — № 7. — С. 45—49.
Лазарис Я. А., Бавельский 3. Е., Богуславская Д. М. Изменения гистрострукту-
ры поджелудочной железы при экспериментальном диабете, вызванном
производными хинолина//Пробл. эндокринол.— 1975. — № 2. — С. 91—95.
Левин Я. М. Перестройка сосудов легких в условиях экспериментального арте-
риального протока у собак//Экспер. хир. — 1962. — № 5. — С. 23—29.
Лейтес А. Л., Абдуллина А. А., Шидаков Ю. Х.-М. Пластичность путей микро-
циркуляции сердца при экспериментальной гипертонии малого круга кро-
вообращения//Науч. труды Киргизского мед. института. — Фрунзе, 1974.—
Т. 102. —С. 146—147.
Леонов С. В., Биленко М. В,, Федотова К. П. К характеристике сосудистого
русла трансплантированной трупной почки//Морфогенез и структуры ор-
ганов человека и животных. — Минск, 1970. — С. 254—257.
Лепэдат П. Инфаркт кишечника//Пер. с рум. Бухарест: Мед, изд-во, 1975. —
282 с.
Линдеман В. К. Цитолизины как причина токсических нефритов. — М., 1901.—
64 с.
Липовский С. М. О моделировании язвенной болезни в эксперименте//Новые
методы исследования в гастроэнтерологии. — Новосибирск, 1969.—С. 255—
257.
Литвицкий П. Ф. Способ моделирования острой транзиторной коронарной не-
достаточности у крыс//Бюл. экспер. биол.— 1982. — № 8. — С. 120—
121.
Локшин Л. С., Пустовалова Л. М. Изменения некоторых ферментов при острой
печеночной недостаточности в эксперименте//Экспер. хир. — 1973. — № 3.—
С. 40-42.
267
Морозова А. И. К вопросу о сосудистом шве и пересадке сосудов. Дис.—СПбР
1909. — 196 с.
Мхитарова Г. Б. К вопросу выведения протока поджелудочной желез ы//Экспер„
хир. — 1968. — № 4. — С. 42—43.
Нарычев А. А. Метод получения экспериментального легочного нагноения//Арх.
пат. — 1953. — № 3. — С. 66—70.
Новиков Д. К., Новикова В. И. Клеточные методы иммунодиагностики. —
Минск: Беларусь, 1979. — 222 с.
Новикова Л. В., Лебедева К. М., Яковлева Э. М, и др. Иммунологические ме-
тоды исследования. — Саранск: Изд-во Мордовского гос. ун-та, 1981. —
92 с.
Ногаллер А. М., Трубников Г. А. Значение тканевой аутоаллергии при неспеци-
фическом язвенном колите//Проблемы гастроэнтерологии. — Душанбе. —
1966. — Вып. I. — С. 39—56.
Овощников М. С, Новые аппараты и методы рентгенологического контроля. —
Киев: Госмедиздат УССР, 1962. — 330 с.
Огеленко Л. Н., Щедренко Л. Е. О роли инфекции и аллергии при моделирова-
нии различных форм панкреатита//Вопр. морфологии и экспер. хир. под-
желудочной железы. — Ставрополь, 1976. — С. 56—57.
Огнев Б, В. К методике инъекций кровеносных сосудов тушью//Труды III Все*
рос. съезда зоологов, анатомов и гистологов. — Л., 1928. — С. 293—295.
Огнев Ю. В., Алексеев А. А, Роль лимфатической системы в патогенезе острого
,панкреатита//Хирургия. — 1976. — № 7. — С. 140—144.
Орлов Л. В. О наложении шва на раны артерии//Вестн, мед.— 1896. — № 5.—
С. 87—90.
Перельман П.. Р., Колпаков И. В. К вопросу о парабиотической дисгармонии//
Врач. дело. — 1938. — № 11—12. — С. 871—876.
Персианинов Л. С., Серов В. Н.. Макацария Л. Д. О септическом шоке//Акуш.
и гин. — 1970. — № 6. — С. 30—35.
Петров Б. Д. Ибн Сина (Авиценна), 980—1037. — М.: /Медицина, 1980. — 152 с.
Петров Р. В. Иммунология. — М.: Медицина, 1982. — 368 с.
Петров Р, В., Хаитов Р, М., Манько В. М,, Михайлова А. А. Контроль и регу-
ляция иммунного ответа. — Л.: Медицина, 1981. — 312 с.
Побережская Т. И. Экспериментальные животные. — Горький: Изд-во Горь-
ковского гос. ун-та, 1970.— 14 с.
Попова Л. И. Моделирование тромбоза артерии в эксперименте//3дравоохр.
Белоруссии. — 1974. — № 6. — С. 25—26.
Привес М. Г. Кровоснабжение длинных трубчатых костей человека. — Л.: Мед-
гиз, 1938. — 325 с.
Привес М. Г. Методы консервирования анатомических препаратов. — М.—Лл
Медгиз, 1956. — 193 с.
Прутовых Н. Н., Паскаль А, А. Биологическая модель портальной гипертен*
зии//Экспер. хир. — 1968. — № 3. — С. 39—43.
Пурцхванидзе Ч. Г. Изолированный кавернозный туберкулез легких у собак в
эксперименте//Экспер. хир.— 1963. — № 3. — С. 49—52.
Пытелъ Ю. А„ Араби А., Вольпян Е. Л., Шешина Н. П. Экспериментальное
обоснование артериальной гипертонии, вызванной нарушенным венозным
оттоком из почки//Экспер. хир. — 1973. — № 3. — С. 42—45.
Пятницкий Н. Н., Блинков Ю. А. К вопросу о моделировании недостаточности
правого сердца//Кардиология. — 1970. — № 1. — С. 143—144.
Рабкин И..Х-, Старикова В, Б., Еремина Г. В. Терапевтическая эмболизация
сосудов//Тер. арх. — 1979. — № 11. — С. 38—45.
Вазовская Е. С., Штеренсон Ф. Н. Пирамидон, антипирин и салицилат натрия
при экспериментальной бронхиальной астме//Фармакол. и токсикол. —
1945. — № 2. —С. 46—49.
Райцина С. С., Курносов А. В., Яровая И. М., Гладкова Н. С. Об аутоиммун-
ной природе нарушения сперматогенеза при моделировании варикоцеле на
крысах//Бюл. экспер. биол. — 1979. — № 1. — С. 44—48.
Ржаницын В. В. Изменения ЭКГ и патоморфология сердца у собак после со-
здания искусственного правостороннего кавапульмонального соустия//Эк-
спер. хир. — 1974. — № 5. — С. 15—17.
268
Сухарев И, И., Кейсевич Л. В„ Тупикин В. Г. и др. К методике моделирования
острого венозного тромбоза//Вопр. современной хирургии. — Киев, 1977.—
С. 120—123.
Сыновец А. С., Левицкий А. П., Мичурин В, Ф. Экспериментальный острый пан-
креатит//Экспер. хир. — 1973. — №5. — С. 41—45.
Терехова-Уварова Н. А. Аутоаллергические реакции миокарда в эксперименте
и клинике. — М.: Медицина, 1982. — 168 с.
Тимашевич Т, Б., Запорожченко И. Т, Репаративные процессы в желудке кры-
сы при длительно незаживающих экспериментальных язвах//Бюл. экспер.
биол. — 1980. — № 2. — С. 226—229.
Титова М. И., Авруцкий М. Л. Диссеминированное внутрисосудистое свертыва-
ние крови//Анест. и реаниматол. — 1981. — № 1. — С. 60—65.
Тихое П. И. О наложении сосудистого шва//Хир. летопись.— 1894. — № 5.—
С. 916—925.
Тоидзе Н. Т, Топографическая анатомия брыжеечной артерии и вены у собак//
Экспер. хир. — 1967. — № 4. — С. 28—32.
Тоскин К. Д-, Розинский Л. Б. Патогистология различных фаз острого панкре-
атита в эксперименте на со>баках//Арх. пат. — 1966. — № 1. — С. 68—70.
Трояшкин А. А. Геморрагический панкреонекроз у морских свинок, вызванный
стафилококком//Стафилококковая инфекция. — Л., 1972. — С. 43—44.
Тугаринова В. Н., Золотаревский В. В,, Миклашевский В. Е. и др. Сравнитель-
ное изучение поражений печени при изоиммунизации гепатогенным и мио-
генным антигеном//Модели(рование, методы изучения и экспериментальная
терапия патологических процессов. — М., 1973. — С. 164—166.
Тупикин В. Г,, Сильченко В. П., Кейсевич Л, В. Морфологические изменения
артерий при аррозивных кровотечениях в условиях экспериментальной гной-
ной раны//Морфология: Респ. межвед. сб. — Киев, 1976. — Т. 3. — С, 85—
88.
Тюков А. И., Черкезова-Кинова Е. Р. Патоморфологические и гистохимические
изменения двенадцатиперстной кишки и поджелудочной железы кроликов
при введении дуоденального содержимого//Бюл. экспер. биол.— 1973. —
№ 6.— С. 115—118.
Уголев А. М. Результаты полного удаления двенадцатиперстной кишки и ее
общие гормональные эффекты//Докл. АН СССР. — 1960, — Т. 133, № 4.—
С. 988—991.
Уголев А. М. Энтериновая (кишечная гормональная) система. — Л.: Наука,
1978. —315 с.
Фатенков В. Н., Печенина Н. В. Развитие повторных некрозов миокарда у жи-
вотных с ишемическим инфарктом под влиянием антигена из некротизиро-
ванной сердечной мышцы//Пат. физиол.— 1978. — № 4. — С. 4—6.
Федоров Н. А., Горбунова Н. А., Балакина Т, А., Колпиков В, Н. Модель диссе-
минированного внутрисосудистого свертывания крови//Бюл. экспер. биол.—
1978. —№ 7. —С. 116-120.
Федосов Е. А. Реакция «трансплантат против хозяина» у мышей на поздней
стадии беременности и ее влияние на потомство//Докл. АН СССР. —
1975. — Т. 222, № 2. — С. 472—475.
Федосов Е. А., Зарудин В. В. Морфологические изменения в поздние периоды
жизни у мышей, родившихся после индукции реакции «трансплантат про-
тив хозяина» у их матерей//Бюл. экспер. биол.— 1979. — № 7. — С. 111.
Фетисов В. У. О сдавливающем перикардите в эксперименте//Экспер. хир. —
1968. —№ 2. —С. 35—36.
Филатов А. Н., Яковлев Г, Я. Пересадка целой селезенки для преодоления тка-
невой несовместимости в эксперименте//Пробл. гематол. — 1965. — № 1.—
С. 34—40.
Филинова 3. С. Функция почек при экспериментальной пневмонии//Бюл. экс-
пер. биол. — 1967. — № 7. — С. 43—44.
Фишер А. Физиология и экспериментальная патология печени. — Будапешт:
Изд-во АН Венгрии, 1961. —215 с.
Флегонтов В. Б., Мухорин Б. П. Некоторые вопросы моделирования гипертонии
малого круга кровообращения//Актуальные вопросы кардиологии. — Алма-
Ата, 1970.-С. 312—315.
26»
Фролов В. А., Деркс X., Ригер П. Изменения миокарда при белковой сенсиби-
лизации в эксперименте//Арх. пат. — 1979. — № 9. — С. 17—22.
Хилькин А. М„ Светлов В. А. Моделирование поражений сердца и сосудов в
эксперименте. — М.: Медицина, 1979. — 384 с.
Хомазюк А. И., Зарицкий Г, В., Нещерет А. П. Моделирование тромбоза и эм-
болии сосудов внутренних органов у животных без вскрытия брюшной
полости//Экспер. хир. — 1974. — № 3. — С. 19—21.
Хрусталев С. А. Методика получения препаратов хромосом кроветворных кле-
ток собак//Бюл. экспер. биол. — 1966. — №7. — С. 124—125.
Цессарская Т. П. Кариологическое исследование клеток костного мозга соба-
ки//Генетика.— 1968. — № 10.— С. 158—160.
Чайковский Ю. Б. Регенерация седалищного нерва после пластики его дефекта
криоконсервированным аллотрансплантатом//Нейрофизиология. — 1987. —
№ 2. — С. 267—270.
Чаплинский В. В., Гнатышак А. И. Острый панкреатит. — М.: Медицина, 1972.—
268 с.
Чахаева О. В., Першин Б. Б„ Шустрова Н. М. Локальный феномен Швартцма-
на у безмикробных морских свинок//Бюл. экспер. биол.— 1975. — № 7.—
С. 76—78.
Чачибая Г. Ш. Влияние стафилококкового фага на ультраструктуру респира-
торного эпителия при экспериментальном абсцессе легкого//Сообщ. АН
ГССР. — 1981. — Т. 102, № 1. — С. 185—188.
Чернин В. В., Сергеев С. А. Иммунологические аспекты язвенной болезни//Тер.
арх. — 1981. — № 11. — С. 63—65.
Чернов В. М. Новая модель нейрогенной язвы 12-перстной кишки у собак//Мо-
делирование, методы изучения и экспериментальная терапия патологиче-
ских процессов. — М., 1967. — Ч. I. — С. 40—42.
Чечулин А. С., Галкин В. Г., Миклашевский В. Е. К методике эксперименталь-
ного воспроизведения холецистита у кроликов//Моделирование, методы
изучения и экспериментальная терапия патологических процессов. — М.,
1967. —Ч. I. —С. 124-125.
Чигогидзе Н. А., Ваулина Т. Н., Киракосян С. В. Методика посмертного опре-
деления объемов камер сердца//Арх. пат. — 1981. — № 1. — С. 77—81.
Чирейкин В. X. Острые экспериментальные легочные нагноения//Арх. пат. —
1959, —№ 3, —С. 64—70.
.Шалимов А. А., Шалимов С. А., Копчак В. М. и др. Роль хронической ишемии
в развитии патологии органов пищеварения//Клин. хир. — 1980. — № 11.—
С. 20—24.
Шамов В. Н. Метод полной изоляции кишечной петли от всех нервных связей
ее с организмом//Врач. дело.— 1926. — № 17—18. — С. 1414—1416.
Шарыгин А. А. Функция желудка при экспериментальных пневмониях, воспро-
изводимых разными способами//Материалы докладов 3-й Укр. респ. конф,
по физиологии и патологии пищеварения. — Одесса, 1969. — С. 215—217.
Шатрова К. М. Состояние лимфоидных фолликулов тонкого кишечника в раз-
личные сроки после антигенного воздействия на организм животного//Врач.
дело. — 1979. — № 7. — С. 15—17.
Шахламов В. А. Капилляры. — М.: Медицина, 1971. — 200 с.
Шахова Т. В. Нарушение функции тонких кишок у собак при эксперименталь-
ной пневмонии//Бюл. экспер. биол. — 1968. — № 1. — С. 43—44.
Шевченко В. С. Влияние галаскорбина на течение экспериментального острого
холецистита у собак//Экспер. хир. — 1974. — № 6. — С. 46—49.
Шедренко Л. Е., Бирюкова Л. С. Экспериментальное воспроизведение комби-
нированных поражений печени и поджелудочной железы//Моделирование
и изучение патологического процесса. — Ставрополь, 1966. — С. 31—32.
Шумаков В. И., Трошин А. 3., Зарецкая Ю, М. Современные возможности
трансплантации сосудов//Хирургия.— 1980. — № 8. — С. 11 —17.
Экспериментальный сахарный диабет. Баранов В. Г., Соколоверова И. М., Гас-
парян Э. Г. и др. — Л.: Наука, 1983. — 240 с.
Юдин К. А. К методике просветления препаратов//Вопросы морфологии кост-
ной, сосудистой и нервной систем. — Саратов, 1968. — С. 243—245.
270
Юрлов В. М. Синдром Санарелли—Швартцманна в клинике внутренних бо-
лезней//Патология свертывания крови в терапии. — Куйбышев, 1968. —
С. 175—181.
Яковцова А. Ф.> Гейко Д, Е., Макаренко В. Г. Морфологические особенности
экспериментальной модели системной красной волчанки//Сб. науч, трудов-
Харьковского мед. института. — Харьков. 1975. — Т. 119. — С. 31—34.
Янакиев И., Крайнев С., Валилев. Хр. Определение нулевой точки для измере-
ния центрального венозного давления//Вест. хир. — 1977. — № 1. —
С. 112—113.
Ярошенко И, Ф. К патогенезу феномена Швартцманна//Сб. науч, работ Волго-
градского мед. института. — Волгоград, 1970. — Т. 23(a).—С. 590—592.
Ясиновский А. А. Артериальный шов. — Юрьев, 1889. — 136 с.
Adler С., Klumper W., Hosemann W. Intraossare Angiographie von Knochentu-
moren//Radio!oge. — 1983. — Bd 23, N 3. — S. 128—136.
Bertok L. Increase of natural resistance after injection of irradiation-detoxified
endotoxin//Acta microbiol. Acad. Sci. hung. — 1978. — Vol. 25, N 2. —
P. 120—121.
Betz E., Schbote W., Schmid G. et al. Reactions in the endothelium and in the
subendothelial space during and after electrical stimulation of artery walls//*
World congr. of angiology. Athens, 1980. — P. 275—276.
Bowles Ch„ White G., Licas D. Rosette formation by canine peripheral blood lym-
phocytes//! Immunol. — 1975. — Vol. 114, N 1—2. — P. 399—402.
Coalson L, Hinshaw L.t Guenter C. et al. Pathophysiologic responses of the sub-
human primate in experimental septic shock.//Lab. Invest. — 1975. — Vol. 32,.
N 4. — P. 561—569.
Cramer D., Ruhr H., Gill T. Immunologic sensitization prior to birth//Amer. J,
Obstet. Gynec. — 1974. — Vol. 120, N 3. — P. 431—439.
Ferraina P. Lesiones agudes de la mucosa gastroduodenal//Bol. Trab. Soc. ar-
gent. cir. — 1975. — Vol. 36, N 3. — P. 56—77.
Freitag G>, Altenahr E., Klappel G. Experimental immune insulitis//Immunopatho-
logy and autoimmunology of diabetes mellitus. — Amsterdam—New York,
1974. — P. 184—189.
Freudenberg N., Madreiter H., Mittermaier C. Experimental investigations into
the pathogenesis of endocarditis due to chock//Beitr. Path. — 1975. — Bd 155,
N 3, S. 248—262.
Garner R., Chater B., Brown D. The role of complement in endotoxin shock and
disseminated intravascular coagulation: experimental observations in the
dog//Brit. J. Haematol. — 1974. — Vol. 28, N 3. — P. 393—401.
Hoile G.> Massmann J., Weidenbach H. Experimentally induced early changes in
arteries//Path. Europ. — 1974. — Vol. 9, N 2. — P. 125—132.
Kesztyus L„ Szilagyi T. The Shwartzman phenomenon//Immunologic aspects of
allergy and allergic diseases. — London—New York, 1974. — Vol. 1. —
P. 133—148.
Kment A., Hofecker G., Niedermuller H., Dreier H. Spezifische Einlagerung mar-
kierter Gewebshomogenate in die homologen Organe der Ratt//Arzneimittel—
Forsch. — 1976. — Bd 26, N 11. — S. 2043—2046.
Lee S., Charters A., Orloff M. Simplified technic for orthotopic liver transplanta-
tion in the rat//Amer. J. Surg. — 1975. — Vol. 130, N 1. — P. 38—40.
Lindner J., Schutte B. Klinische Pathologie der unspezifischen, spezifischen und
immunologischen Vaskulitiden//Therapiewoche. — 1979. — Bd 29, N 16. —
S. 2684—2714.
Onderdonk A., Weinstein W., Sullivan N. et al. Цит. по: В. И. Седов. Роль эн-
терококка в развитии гнойных хирургических заболеваний//Хирургия. —
1983. —№ 1. —С. 86—86.
Perkovic D., Mascres Ch., Adamkiewicz V. Induction d’une pulpite autoallergique
chez le Iapin//Path. Biol. — 1977. — Vol. 25, N 7. — P. 437—442.
ОГЛАВЛЕНИЕ
Предисловие ....................................................... 4
Введение........................................................... 6
Часть первая
ОБЩАЯ ЭКСПЕРИМЕНТАЛЬНАЯ ХИРУРГИЯ
Глава 1. Принципы организации работы в лабораториях эксперимен-
тальной хирургии.....................................18
Глава 2. Анестезиологическое и организационное обеспечение экспе-
римента 26
Глава 3. Анатомия и основные физиологические константы собаки . 41
Глава 4. Техника выполнения типовых операций на собаках 56
Глава 5. Основные методы исследования в экспериментальной хирур-
гии ............................................................82
Часть вторая
ХИРУРГИЧЕСКОЕ МОДЕЛИРОВАНИЕ ЗАБОЛЕВАНИЙ
И ПАТОЛОГИЧЕСКИХ ПРОЦЕССОВ
Глава 6. Моделирование воспаления и гнойно-септических пораже-
ний ...........................................................121
Глава 7. Моделирование нарушений системы свертывания крови . 132
Глава 8. Основные принципы моделирования патологических процес-
сов с использованием иммунологических реакций . . 144
Глава 9. Моделирование заболеваний сердечно-сосудистой системы 158
Глава 10. Моделирование заболеваний органов пищеварения . 169
Глава 11. Моделирование заболеваний легких.....................208
Глава 12. Аллотрансплантация органов и тканей....................214
Заключение........................................................255
Список литературы.................. ..........................264
Руководство
Шалимов Сергей Александрович,
Радзиховский Анатолий Павлович,
Кейсевич Людвиг Владиславович
РУКОВОДСТВО по ЭКСПЕРИМЕНТАЛЬНОЙ ХИРУРГИИ
Зав. редакцией Ю. В. Махотин
Редактор Е. Г. Дехтярь
Редактор издательства Г. Н. Ерегина
Художественный редактор С. М. Лымина
Технический редактор Н. К. Петрова
Корректор М. П. Молокова
ИБ № 4728
Сдано в набор 21.07.88. Подписано к печати 30.01.89. Т-04424. Формат бумаги 60Х90’/:в.
Бумага тип. № 1. Гарнитура литературная. Печать высокая. Усл. печ. л. 17,0. Усл.
кр.-отт. 17,0. Уч.-изд. л. 18,96. Тираж 21 000 экз. Заказ 418. Цена 1 р. 30 к.
Ордена Трудового Красного Знамени издательство «Медицина»
101000, Москва, Петроверигскнй пер., 6/8
Московская типография № 11 Союзполнграфпрома при Государственном комитете СССР
по делам издательств, полиграфии и книжной торговли
113105, Москва, Нагатинская ул., 1