ISSN 0023—1160
АКАДЕМИЯ НАУК СССР
АНАДЕМНЯ НАУК УЗБЕКСКОЙ ССР
Д-1'ViL 1Я
риродных
оединений

АКАДЕМИЯ НАУК СССР • АКАДЕМИЯ НАУК УЗБЕКСКОЙ ССР
ХИМИЯ
ПРИРОДНЫХ
СОЕДИНЕНИЙ
Издается с 1965 года
4. 1980
ИЗДАТЕЛЬСТВО «ФАН» УЗБЕКСКОЙ ССР
ТАШКЕНТ

РЕДАКЦИОННАЯ КОЛЛЕГИЯ
С. Ю. ЮНУСОВ, гл. редактор
Г. П. СИДЯКИН, отв. секретарь
Н. К. АБУБАКИРОВ
X. А. АСЛАНОВ
Л. Д. БЕРГЕЛЬСОН
3. Ф. ИСМАИЛОВ
М. Н. КОЛОСОВ
Н. К. КОЧЕТКОВ
Ю. А. ОВЧИННИКОВ
А. С. САДЫКОВ
П. X. ЮЛДАШЕВ
Адрес редколлегии: 700170, г. Ташкент, просп. М. Горького, 77.
Телефон главного редактора 62—59—13.
(©Издательство «Фан» УзССР, 1980 г.

ХИМИЯ ПРИРОДНЫХ СОЕДИНЕНИЙ
№ 4 1980
УДК 577.16
УСПЕХИ ХИМИИ БИОТИНА
С. Д. Михно, В. М. Березовский
Одна из последних работ по химии природного биорегулятора
( + )-биотина (витамина Н) относится к 1973 г. [1], последние же
6—7 лет ознаменовались оригинальными исследованиями по созданию
более чем десяти новых синтезов биотина, в основу которых положена
различная стратегия. Достижения в области синтеза биотина и его
стереоизомеров и являются предметом настоящего обзора, для
исчерпывающей полноты в него включены и ранние синтезы биотина.'
Биотин — экзогенный незаменимый фактор питания. Он является
одним из биокатализаторов обратимых метаболических реакций
переноса двуокиси углерода у микро- и макроорганизмов: карбоксилирова-
ния, транс-карбоксилирования, монодекарбоксилирования
многоосновных органических кислот. Свою функцию он осуществляет в виде
Ы(ц-карбоксибиотина — кофермента ряда коэнзим А зависимых кар-
боксилаз.
Биотин, (+) -гексагидро-с-4- (б-карбоксибутил) -2-оксо-1 Н- (г—6а,
с-За)тиено [3,4-d] имидазол, бесцветное вещество с т. пл. 230—232°
(с разл.) и [а]22 +92° (с 0,3; 0,1 н. NaOH). Структуру биотина в 1942 г.
установили Мелвилл, Виньо и др. [2] и подтвердил ее рентгеноструктурт
ным анализом Трауб [3]; по данным кристаллографических исследований
определили абсолютную конфигурацию биотина [4] и затем уточнили
конформацию боковой цепи [5, 6].
Биотин имеет три хиральных атома углерода и для него известны
четыре стереоизомерные формы, из которых биологически активен
только собственно ( + )-биотин (1); эпи- (2), алло- (3) и эпиаллобио-
тин (4), а также диастереомерный (—)-биотин биологически не
активны.
и а и
^Ч /Ч А.
. HN NH HN NH HN NH
-и н--)—f-н H"h~t"H H~h~tH
>CH2GHfJn,GH2CQ0H Ч./Vh \Jr* C/VlClUcQQtt
s H s (CH2)4C00H b(GH2)4C00H s H
Бициклический скелет молекулы биотина состоит из планарного
имидазолидонового кольца ^«с-сочлененного с тетрагидротиеновым
циклом (ф 120°), который имеет конформацию конверта. б-Карбокси-
бутильная боковая цепь находится в положении 4 в ^ис-конфигурации
к имидазолидоновому циклу и в «•твисгя-конформации [5, 6].

446 С. Д. Михно, В. М. Березовский
Синтетические методы получения ( + )- и (±)-биотина и его сте-
реоизомеров можно сгруппировать по методам построения молекулы
и другим общим признакам. Созданы синтезы (в скобках указаны
"номера схем): стереоспецифичные (1, 5, 6, 10, 12—15); стереоизбиратель-
ные (7, 16—18); из природных соединений — D-глюкозы, D-маннозы,
L-цистеина (1, 14, 15) и L-цистеина (11, 12); через имидазолиновый
или имидазолидиновый цикл (1, 2, 16, 17); через тиофеновый цикл
(2—5); через дигидротиофеновый цикл (6, 7, 11, 18); через тиофано-
вый цикл (8—15);' через тетрагидротиено-имидазолидиновый бицикл
(6, 17); использующие фосген для образования имидазолидонового
цикла (7—14); стереоизомеров (9—12).
Стереоспецифичный синтез ( + )-биотина из D-глюкозы
Синтез Огава и др. [7] (схема 1) основан на перенесении
правовращающей оптической активности D(+)-глюкозы на оптически
активную молекулу природного биотина через ряд ее стереоспецифичных
превращений, введении в шестиатомную углеводную молекулу дв^х
аминогрупп, укорачивании углеродной цепи, введении карбоксибутиль-
ного заместителя, получении замещенного имидазолидонового цикла
и построении на нем в последней стадии синтеза тетрагидротиенового
цикла. Этот химический синтез в известной мере подражает
биологической трансформации Сахаров, по которой некоторые виды бактерий
могут использовать D-глюкозу в биосинтезе биотина [8]; на последних
стадиях биосинтез, возможно, протекает аналогично биохимической
схеме получения биотина из пимелиновой кислоты и цистеина [9, 10]
или из дезтиобиотина [11, 12].
В стереохимической трансформации p-D-глюкопиранозы (5) в
ключевое промежуточное соединение (11) с необходимыми для
дальнейших превращений группировками в качестве промежуточного
вещества использована конформационно жесткая [13] 1,6-ангидро-р-,0-
глюкоза, левоглюкозан (6), из нее в четыре стадии получен 1,6:2,3-ди-
ангидро-4-0-бензил-]3-/)-маннопиранозид (7) .[14]. Диаксиальное
раскрытие эпокиси соединения (7) с помощью азида натрия и хлористого
аммония в смеси 2-метоксиэтанол — вода (1:4) при 120° дает
1,6-ангидро-2-азидо(дезокси)-4-0-бензил-р-?>-глюкопиранозид (8; выход
85% на соединение 7). Водород гидроксила при С(з) замещают метил-
сульфонатной группой обычным методом — получают мезилмоноазид
(9). Для того, чтобы достичь гладкого Б^-замещения [15] мезильной
группы азид-анионом, необходимо изменение стерического окружения
мезильной группы при С(3) (атакующий азид-анион имеет 1,2-взаимодей-
ствие с аксиальными заместителями по С(2) и С<4) в соединении (9)). Для
этой цели, как оказалось [7], более пригодна гибкая ациклическая
структура (12), чем жесткая 1,6-ангидроструктура. Таким образом,
ацетолиз мезилпроизводного (9) в смеси эфирата трехфтористого бора
приводит к образованию аномерной смеси диацетатов (10; а : р как
8:3), которая при сольволизе в 1% хлористого водорода в метиловом
спирте и последующем восстановлении боргидридом натрия в этиловом
спирте в присутствии борной кислоты дает триол (11; выход 45% на
соединение 9). В это соединение вводится вторая азидная "группа —
сначала при действии 2,2-диметилоксипропана в ДМФА образуется
моноизопропилиденовое производное (12), а затем — при действии
азида лития в ДМФА при 803 с обращением конфигурации — диазид
(13; 52% на 11). В результате его селективного гидрирования [16] с
катализатором Линдляра (палладием, частично отравленным ртутью)

Успехи химии биотина
447
СН2ОН
-Ov АсО*~^
12.R)R = >C(GH3}2
0
/v
С^СНз i
HDCH2R { OBzO 9 HN l\IH HN ^NH
н н
13.R = N3
14.R=NH,,
H2S H-C-OBz
OR HCQR'
H„G H-C-OBz
'i. i
OAc R
HgCOR
0
II
HN NH
h-Wh -
ЧгС H-C-OR
15.R = H;R;r=>G(CH3)2
«.ll= Ac; R'^«>C(CHa}2
i7.R=Ac;R',R=H
Q
A
¦fa. R.= CHO
я. R=(CH=CH)zGQQCHi
Q
I
HlOjH
H
-и
н
а, с h-c-oms
OR (CH2)4CQQGH3 5Na (CH2)4CQQCH3
20.R.= H 22
21. RL = Ms
HN NH
¦n
(снг)4соасн
(*)-БИОТИН
23
Ac = C0CH3 Bz = G6H5CH2 Ms=502CH3
СХЕМА 1
в этиловом спирте с количественным выходом получен диамин (14), а
после взаимодействия с фосгеном в четыреххлористом углероде в
смеси с водным раствооом углекислого натрия — замещенный имидазоли-
дон (15; 87% на 13).
Дальнейшее селективное превращение диоксолановой части
замещенного имидазолидона (15) в боковую цепь ключевого
промежуточного соединения (20; 40% на 15) достигается в 6 стадий [7]. В
результате ацетилирования уксусным ангидридом в пиридине соединения
(15) получают моноацетат (16), а после деизопропилиденизации в
80%-ной уксусной кислоте при 70° — диол (17). Его окисление NalCU
в 50%-ном этиловом спирте приводит к альдегиду (18), который по
реакции Виттига с [3-(метоксикарбонил)-2-пропен-1-илиден]трифенил-
фосфораном [17, 18] в дихлорметане превращают в эфир (19), а затем

448
С. Д. Михно, В. М. Березовский
гидрированием кратных связен с 10% Pd/C в метиловом спирте и
последующим деацетилированием с помощью метилата натрия в
метиловом спирте получают 4-(5'-метоксикарбонилпентан-5/-ол)-5-оксиметил-
имидазолидон-2 (20;* 6,3% на 6). Этот эфир диола (20) окончательно
превращают в ( + )-биотин путем замыкания тетрагидротиенового
цикла инверсией при С(4), которая достигается через метансульфонирова-
ние с пятнадцатью эквивалентами мезилхлорида в смеси пиридин —
дихлорэтан при —10° — соединение (21), с последующим его
взаимодействием без выделения с избытком сульфида натрия в ДМФА при
100° в соединение (22), которое превращают в метиловый эфир
биотина (23) и затем в (-Ь)-биотин (1; 30% на 20). Общий выход ( +
)-биотина составляет 1,9% на 1,6-ангидро-|3-1)-глюкозу, левоглюкозан (6).
Для получения левоглюкозана [19, 20] в качестве доступного
исходного сырья используется целлюлоза — при термическом ее
расщеплении при пониженном давлении выход составляет не менее 40% [20].
По другому варианту получение промежуточного 4- (5'-метокси-
карбонилпентан-5'-ол)-5-оксиметилимидазолидона-2 (20) из D-глюко-
зы осуществляют по многостадийному синтезу через 2-амино(дезокси)-
D-глюкозу (с выходом 3,9% на это соединение) [21].
Синтез (±)-биотина из ацетоуксусного эфира или гликокола через
производное имидазолинона и тетрадегидробиотин
Этот способ синтеза биотина (схема 2) разрабатывался
несколькими группами авторов в течение 30 лет — с 1945 по 1975 г. Он
заключается в первоначальном получении имидазолинонового цикла с ме-
тильной группой в положении 4, в последующем введении в цикл
этоксикарбонилбутилкарбонильной группы, а затем в создании на
нмидазолиновом цикле сопряженного с ним тиенового цикла, что
приводит к За,4,6,6а-тетрадегидробиотину, который восстанавливают ионным
гидрированием в (±)-биотин.
В 1948 г. Душински и Долан [22] синтезировали г^,М'-диацетил-4-
амндинотиэметил-5- (6-этоксикарбонилбутил-а-кето) имидазолинон-2 гид-
робро.мид (33, R =—SC(=NH)NH2). При действии на ацетоуксусный
эфир (24) нитритом натрия и минеральной кислотой получают кетоксим
(25), который гидрируют на палладиевом катализаторе в аминокетон
(28; 89% на 24). Его без выделения вводят в реакцию с изоцианатом
калия в водной среде в присутствии соляной кислоты, что приводит к
получению 4-метилимидазолинона-2 (29; выход 73% на соединение
28 или 65% на соединение 24) [23]. Аминокетон (28; 31,5% на 26) был
получен также из гликокола (26) [24] и уксусного ангидрида по
реакции Дэкина — Веста [25] через соединение (27). Соединение (29) алки-
лируют по Фриделю — Крафтсу моноэтиловым эфиром хлорангидридл
аднпиновой кислоты в нитробензоле в присутствии хлористого
алюминия, получают 4-метил-5- (6-этоксикарбонилбутил-а-кето)
имидазолинон-2 (30; 62%) [23]. Его аминогруппы защищают ацетилированием,
полученное соединение (31; 87%) бромируют по метальной группе бром-
еукцинимидом в четыреххлористом углероде в присутствии йодистого
* калия в 4-бромметилпроизводное (32; 92%), а затем при действии тко-
мочевины в диоксане превращают это соединение в имидазолинон (33,
R =—SC(=NH)NH2; 68% на 32 и 21 % на 24) [22]. Однако зациклизовать
полученное соединение (33) и превратить его в тетрадегидробиотин (36)
авторам не удалось.
Бром в соединении (32) можно заменить на ацетомеркаптогруппу
реакцией с калиевой солью меркаптоуксусной кислоты — образуется

Успехи химии биотина
449
ОМ ".-:C'ri2uQOCjHs CHJ3QCK=N0H
24
26
JrUJU
)H,N(C0DHJ2J
KGNQ
CH3CQUH2NH2-
23
0 D
A .A ,
и
RN ¦ MR'
GH„
2.9
СНЛ1 CC{CH2)4CQGC?H5 GrUil C0CCH2)4CC0C2H5
Л
HN m
CH23R GD»:2-4G0CR
P =H
г1.Я=М-,Р>С0СН3
/4
Ил N'.l
33. R= SG^
или SGOGH„
0
HN Ш
\ /
7ГЛ ¦
-^(±)-БИОТИН
1
о (GH^CQQH
DXtMA 2
М,М'-диацетил-4-ацетилтиометил^5- (б-этоксикарбонилбутрл-а-оксо)ими-
дазолинон-2 (33, R = —SCOCH3; 60%) [26, 27].
Спустя 20 лет, в 1968 г., этот путь синтеза повторили Исака и др.
128], а затем соединение (33) подвергли гидролизу при действии 10%-
ного едкого натра, получили соединение (34) и провели его циклизацию
в среде соляной кислоты при 70°. Было выделено вещество с т. пл.
248—249°, но авторы ошибочно приписали полученному соединению
неправильную структуру, а именно, 4-(6-карбоксибутилиден)-3,4-дегид-
ротиено[3,4-сГ]имидазолина-2 [28], в то время как это был За,4,6,6а-тет-
радегидробиотин (36; 56% на 33 и 12% на 24).
Правильную структуру соединения (36) в 1973 г. установили
Завьялов и др. [29]. На основании сравнения спектров ПМР, ИК, УФ, а также
отсутствия депрессии температуры плавления пробы смешения с
известным образцом они доказали, что при циклизации соединения (34)
образуется За,4,6,6а-тетрадегидробиотин (36). Получены эфиры этого
соединения [30].
В 1974 г. Тагуши и др. [27] предложили для реакции циклизации
соединения (34) в тетрадегидробиотин (36) механизм, заключающийся
в том, что вначале образуется оксикислота (35), затем происходит
дегидратация, которая сопровождается миграцией двойных связей и
созданием сопряженного тиенового цикла (авторы не привели
эксперимента, но указали общий выход соединения (36) — 18% на 24).
В 1975 г. Завьялов и др. [31] осуществили восстановление За,4,6,6а-
тетрадегидробиотина (36) по методу ионного гидрирования триэтилсила-
ном в трифторуксусной кислоте в (±)-биотин (1; 10%). Таким образом,
общий выход (±)-биотина составляет 1,2% на ацетоуксусный эфир
(24) и 0,46% на гликокол (26).

450
С. Д. Михно, В. М. Березовский
Синтез (±)-биотина из 1-хлор-З-бромпропана через
хлорпимелиновую кислоту, производные тиофена и тетрадегидробиотина
В синтезе Чени и Пининг [32, 33] (схема 3) осуществляют реакции
получения а-хлорпропионовой кислоты, ее конденсации с р-меркапто-
пропионовон кислотой и приходят к синтезу замещенного 3-оксотиофа-
на, его оксим подвергают перегруппировке в 3-аминотиофен, из кото-
C0D02Hs
С8(сн2)3вг нс(сн2)3се св(снг)4соос2н
2"5
37 С0°С2Н5
CQQR' C0QH С\° Н
C0QR' 43 \г5/ 24
-jn.Pi=H; r.'=c2h5^
<i.R=R'=H
42.r=?c?;r'=h сооа,н5
44
Q -Л
9H2
tiS(CHg)2C0DG2HSr GH
^s/ T С00СД
R T COOR. 5 ft uuuuz"
48
t5 4s.R=C2H5; a=H
47.R = C2H5; R'=Br
G0OG,H5 сэдпдр C00G2H5NH
VH2 С00СД ^V-V _ W _
g^h(ch2lgooc2h5 СзЛадоо^ (A^coor ;*
49 s°.R = 0 5Z.R=C2H5 %
51.R=N0H S3.R=H
R NHG0G5H5 H2N NH2
tt,
36 — (±)-ЕИ0ТИН
S/^(CH2)4G00H xS/"1(CH2)4C0OH *
E4.R= C00G2H5 58
se.R= CCMHNHo
'г
S6.R= C0N3
;7.P« MHC00C2H5
СХЕМА 3
poro в результате ряда превращений получают ключевой бицикличе-
ский тиеноимидазол.
Получение а-хлорпимелиновой кислоты (43) осуществляют из
1-хлор-З-бромпропана (37) первоначально конденсацией с малоновым
эфиром в соединение (38; 70%) [34], затем декарбоксилированием в
5-хлорвалериановую кислоту (39; 58%) [35, 36], повторением реакции
с малоновым эфиром — соединение (40; 72,5%), гидролиза эфирных
групп в трикарбоновую кислоту (41; 94%), хлорирования в соединение
(42; 99%) и декарбоксилированием одной карбоксильной группы с
получением хлордикарбоновой кислоты (43; —100%). а-Хлорпимелино-

Успехи химии биотина
451
вую кислоту (43) вводят в реакцию с р-меркаптопропионовой кислотой
в водном растворе в присутствии едкого натра и полученный меркап-
тид трикислоты (44) этерифицируют в соединение (49, 73,5% на 43 и
20% на 37) [32]. >
По другому варианту [37] исходят из циклогексанона (45), через
его этоксикарбоксильное производное (46) переходят к 6-бром-2-эток-
сикарбонилциклогексанону (47), который конденсируют с (5-меркапто-
пропионовой кислотой в присутствии эфирата натрия и полученное
соединение (48) обрабатывают щелочью — происходит раскрытие цикла
и после этерификации образование соединения (49; 34% на 45).
Диэтиловый эфир а-(р-этоксикарбонилэтилтио)пимелиновой
кислоты (49) подвергают циклизации Дикмана в среде бензола в присутствии
этилата натрия в 4-этоксикарбонил-3-оксо-2- (б-этоксикарбонилбутил)
тиофан (50; 89%), из которого получают оксим (51; 96%). Для синтеза
дигидро-4-(6-карбоксибутил)-1Н-тиено[3,4-(1]имидазола (36) используют
перегруппировку 3-оксиминотиофана в 3-аминотиофен под воздействием
сухого хлористого водорода в среде эфира [33]. По этой реакции из
4-этоксикарбонил-3-оксимино-2-(б-этоксикарбонилбутил)тиофана (51)
получают 4-этоксикарбонил-3-амино-2- (б-этоксикарбонилбутил) тиофен
(52; 60,5%), в котором селективным гидролизом удаляют этоксигруппу
боковой цепи при С(4), что приводит к кислоте (53; 82%)- Затем этокси-
карбонил положения 4 этой кислоты превращают в аминогруппу
соединения (57) через соединение (54; 83%), гидразид (55; 91%), азид (56;
93%) и далее по Курциусу в уретан (57; 95%). Полученный в результате
гидролиза этого уретана 3,4-диамино-2-(6-карбоксибутил) тиофен (58)
вводят в реакцию с фосгеном, что приводит к образованию За,4,6,6а-
тетрадегидробиотина (36; 58% на 57, 4,3% на 37 и 5,6% на 45) [32].
При восстановлении этого соединения водородом в присутствии MoS3/Al
получают смесь биотина и его изомеров [38], от которых
освобождаются перекристаллизацией из алифатических спиртов. Получают (±)-био-
тин (1) с выходом 3—5% на «ароматический» биотин (36), 0,13—0,21%
на исходный 1-хлор-З-бромпропан (37) или 0,17—0,28% на циклогек-
санон (45).
Если принять во внимание, что недавно [39] при гидрировании
За,4,6,6а-тетрадегидробиотина (36) под давлением 135 атм в среде
безводного спирта с трехкратным количеством катализатора 5% Pd/C
при 70° был получен выход 14,7%, то общий выход (±)-биотина в
рассматриваемом методе может достигнуть 0,6% на
1-хлор-З-бромпропан (37) или 0,82% на циклогексанон (45).
Синтез (± )-биотина из тиофена через тетрадегидробиотин
Известны два варианта синтеза За,4,6,6а-тетрадегидробиотина,
«ароматического» биотина из тиофена — Нишимура, Имото [40] и
Гольдфарба, Фабричного и др. [41, 42] (схема 4). В обоих вариантах
используются нитропроизводные тиофена; в тиофен
последовательными реакциями постепенно вводят заместители, необходимые для
трансформации молекулы в «ароматический» биотин, который может быть
превращен в биотин восстановлением по Василевские и Колдуэлл [39].
Получение За,4,6,6а-тетрадегидробиотина, вариант 1 [40].
Первоначально в положение 2 тиофена (59) вводят 7~карбонилпропилкар-
боксильную группу при действии монохлорангидрида глутаровой
кислоты в присутствии хлорного олова. Получают соединение (60; 87%),
в котором восстанавливают кетогруппу гидразином в присутствии
едкого кали, что приводит к образованию 2-(б-карбоксибутил) тиофена

452
С. Д. Muxho, В. М. Березовский
(61; 88%); из этого соединения получают метиловый эоЬир (62;
R = OCH3;85%).
Ввести нитрогруппу в положение 3 молекулы тиофена можно
только в том случае, если положение 2 замещено электронодонорной
группой, например, алкильной, а в положении 5 имеется электроно-
акцепторная группа [43], например, формильная или ацетильная.
Поэтому эфир (62) формилируют и полученное соединение (63; 79%)
нитруют в положение 3 — образуется нитропроизводное (64; 91%).
Для введения второй нитрогруппы в положение 4 необходимо
вместо формильной группы положения 5 ввести электронодонорный
заместитель, например, бром. С этой целью формильную группу
окисляют хромовой кислотой в карбоксильную, которую в полученном
соединении (65; 76%) через серебряную соль замещают на бром по
реакции Хунсдиккера -—образуется мононитробромпроизводное (66; 53%).
Q * Q,
3 '(СЮ4ССЖ
59
60. R= C0(CH2)3CDGH G2.R=0DH3 или
no.,
\
I \
N02 N02
Л '
0HC''""s'" {GH?)4C00CH3 FfXS/ (Cii^COGCHg Br"" S' \GH2)4Ca0CH3|
S3
64. R-CHO eS. R=Sr S7
s:s.R = GG0H
н о
R H-\
N02 NH,
U
g/^lCH^COOH
Б8. R=0 7Q.R= R =H
E3. R = N0H 71. R= H; R'= Br
72. R= N02; R=8r
73
H2N NH,
-ti "
58
ЗБ
:ema A-
(±)—БИ0ТИН
1
Это соединение нитруют смесью азотной и серной кислот в 5-бром-3,4-
динитро-2-(6-метоксикарбонилбутил)тиофен (67; 88%) и после его
восстановления оловом в концентрированной соляной кислоте получают
диамин (58; 91%)- Поскольку это соединение не устойчиво на воздухе,
его без выделения вводят в реакцию с фосгеном в присутствии едкого
кали и получают 2,3-дигидро-4-(б-карбоксибутил)-2-оксо-1Н-тиено
[3,4-с1]имидазол, За,4,6,6а-тетрадегидробиотин (36; 70% на 58 и 11,8% на
исходное соединение 59).
Получение За,4,6,6а-тетрадегидробиотина, вариант 2 [41, 42]. Тио-
фен (59) через соединение (60) превращают в 2-(б-карбоксибутил)тио-
фен (61; 76,5% на 59) аналогично вышеописанному. Из соединения (61)

Успехи химии биотина
453
при действии тионилхлорида получают хлор ангидрид (62; R = C1; 83%),
его по Фриделю — Крафтсу в присутствии четыреххлористого олова
подвергают внутримолекулярной циклизации в бицикл (68; 85%) [441,
который затем при действии гидроксиламина в щелочной среде превращают
в оксим (69; 90%)- Этот циклический оксим подвергают Бекмановской
перегруппировке в присутствии бензолсульфохлорида в лактам (70:
83%). Таким образом, в положении 3 оказывается потенциальная
аминогруппа [42].
С целью введения в положение 4 второй аминогруппы через
нитрогруппу необходимо в положении 5 иметь электронодонорный
заместитель, например, бром. Бромирование лактама (70) проводят
элементарным бромом в уксусной кислоте, а уже полученное соединение
(71; 85%) нитруют смесью нитрата калия и серной кислоты в нитро-
бромлактам (72; 51%), из которого кипячением в пропионовой
кислоте с порошкообразной медью удаляют бром, а при гидролизе соляной
кислотой размыкают лактамное кольцо — получают нитроамин (73) в
виде гидрохлорида. Нитрогруппу соединения (73) восстанавливают
оловом в соляной кислоте, диамин (58) вводят в реакцию с фосгеном
в присутствии основания и получают За,4.6.6а-тетрадегидробиотин (3G;
34% на 72 и 5,8% на исходный тиофен 59) [41].
Предложенные варианты синтеза За,4,6,6а-тетрадегидробиотина
авторами не были доведены до биотина. Известно, что восстановление
тиофенов, в том числе и соединения (36), представляет большие
трудности. Однако недавно Василевские и Колдуэлл [39] добились
некоторого успеха — при каталитическом гидрировании За,4,6,6а-тетрадегид-
робиотина (36) в безводном спирте с трехкратным количеством
катализатора 5% Pd/C при 135 атм и 70° они получили (±)-биотин (1;
14,7%), содержащийся в смеси с исходным соединением и продуктом
десульфирования. Если учесть эти данные, то общий выход
(±)-биотина, содержащегося в неразделенной смеси с исходным соединением
(36) и продуктом десульфирования, в расчете на тиофен (59) может
достигнуть: по варианту 1 — 1,7% и по варианту 2 — 0,85%.
Стереоспецифичный синтез (±)-биотина из пимелиновой кислоты
через 2,3,4-тризамещенный тиофен
В синтезе Конфалоне и др. [45, 46] (схема 5) используют
замыкание восьмичленного лактамного кольца на тиофеновом цикле,
перегруппировку Курциуса с целью введения аминогруппы в положение 4,
•субстратно специфичное гидрирование 2,3,4-тризамещенного тиофена в
¦соответствующий тиофан с цые-расположением заместителей и
замыкание диуретана в имидазолидоновое кольцо.
При взаимодействии пимелиновой кислоты (74) с хлористым тио-
нилом, а затем с бромом в метиловом спирте образуется диметиловын
эфир а-бромпимелиновой кислоты (75), который вводят в реакцию с
метиловым эфиром р-меркаптопропионовой кислоты, в результате чего
получают диметиловый эфир а-(р-метоксикарбонилэтилтио)
пимелиновой кислоты (76). Затем внутримолекулярной конденсацией этого
сульфида в присутствии метилата натрия в среде бензола получают
4-метоксикарбонйл-3-оксо-2-(6-метоксикарбонилбутил) тиофан (77;
выход 14% на 74) [47]. Из оксотиофана (77) с гидроксиламином в пиридине
получают его оксим (78; -100%), который в эфирной среде с
хлористым водородом подвергают внутримолекулярной перегруппировке, в
результате которой из тиофанового цикла образуется ненасыщенный
(тиофеновый) цикл с преобразованием оксиминогруппы в
аминогруппу и одновременным отщеплением молекулы воды — получается смесь

454
С. Д. Михно, В. М. Березовский
аминодиэфира (79) и аминомоноэфира (80) в соотношении 6:1 (96%).
Эту смесь гидролизуют в аминодикислоту (81; 95%), при
кипячении которой в ксилоле происходит циклизация боковой алифатической
цепи в восьмичленный карбоксилактам на тиофеновом цикле —
соединение (82; 87%). При действии хлоругольным эфиром на
карбоксилактам (82) в присутствии триэтиламина в ацетоне при охлаждении
образуется промежуточный смешанный ангидрид (83), который без.
?00СНз и , С00СНз
нооо(инг)5соон—Вгсн(си2)4саосн,н-^Ш22к_ L ЛРП
'^ 3 —-biij UuuCHj -е.
74 75 DHg ^)CfCHa)4GD0CH3
COOCH3R C00R NK, nnnu
— t\ —
77.R=0 7g. R=ft'=CH, .,
'8.R=NDH eS.R=CH3;R'=H
7G
D0QC2H5
et. r= r"= h
- - .cttf>°pNH CHJ00CNH
COR N-^> xMDoaq^ s ^№оос2н5
° н '
es.R= OCOOEt ' es. R=CH
ЗА R = N "3 в7
M-* N3 es. R = H
схема 5
выделения вводят в реакцию с азидом натрия и получают лак-
там 4-азидокарбонил-3-этоксикарбониламино-2- (б-карбоксибутил)тиофе-
на (84; —100%). Перегруппировку Курциуса азида (84) с
одновременным метанолизом по методу [48] и одновременным раскрытием лактам-
ного цикла осуществляют кипячением в метиловом спирте — получают
метиловый эфир диуретана (85; 80%), из которого гидролизом в
растворе едкого натра приходят к образованию 4-метоксикарбониламино-
З-этоксикарбониламино-2-(б-карбоксибутил)тиофена (86; 99%).
Каталитическим гидрированием с 10% Pd/C при 50° и 120 атм в течение
10 ч в среде уксусной кислоты тиофеновый диуретан (86)
превращают в тиофановый смешанный диуретан (87; 95%) с полной цис-конфя-
гурацией заместителей. При его обработке гидроокисью бария при
кипячении в воде происходит внутримолекулярная циклизация в имнда-
золидоновый цикл и образование (±)-биотина (1; 68%). Общий
выход биотина на оксотиофан (77) составляет 37%, а на пимелиновую
кислоту (74) — 5,2%.
В этом синтезе особенно эффективно применение соединения с
двумя уретановыми группировками, так как они являются
предшественниками имидазолидоновои части биотина и для замыкания этого
цикла не требуется специальных реагентов (фосгена) и проведения
дополнительных реакций.
С меньшим выходом (±)-биотин получается, если соединение
(82) подвергнуть этерификации и реакцией с гидразидом перейти к

Успехи химии биотина 455
азиду, затем осуществить перегруппировку Курциуса и из полученного
лактама диаминотиофена получить метиловый эфир диуретана (85).
Стереоспецифичный синтез (±)-биотина из пимелиновой кислоты
через производные 2,5-дигидротиофена
В синтезе Конфалоне и др. [49] (схема 6) из пимелиновой кислоты
ключевым соединением служит 4-метоксикарбонил-З-оксотиофан с
боковой алифатической цепью, характерной для молекулы биотина,
специфичной перегруппировкой оксогруппу заменяют на енамин,
карбоксильную группу при С(4) путем ряда превращений с использованием
реакции Курциуса замещают на уретановую группу и в итоге
внутримолекулярная циклизация уретановых группировок приводит к
образованию имидазолидонового цикла биотина.
В этом синтезе из пимелиновой кислоты (74) трехстадийным син-'
тезом через соединения (75) и (76) (описание см. выше) получают
77
CuOCH3Nrl2 COOR NHR
\S/4(CH2)4CQDR Vs/NcH^CON^J»
88.R=CH3 эо. R=DH3; R'=H ¦'"-¦-
39. R= H 91.R=CH3;R'=C0CHj
S2.R=Hi ft' = C0CH3
Cor'r'ngqCHj ch^dqcnh rngooc2hs rnh hncdoc2h5
УЧ ' — M —~ *1~V ~-(±}-E™
S3, R- OGOQGjjHb ; R'=H • a/, R~EQGtf3 $i. ft-CQQQH3
яз. R= 0G00C2H5-, Я^ООПСА
4-метоксикарбонил-3-оксо-2- (б-метоксикарбонилбутил)тиофан (77; 14%
на 74) [47]. Оксотиофан (77) вводят в реакцию с формиатом аммония
при кипячении в этиловом спирте, при этом происходит
перегруппировка экзоциклической двойной связи в эндоциклическую
ненасыщенную связь с введением в положение 3 аминогруппы и отщеплением
воды, что приводит к образованию 4-метоксикарбонил-3-амино-2-(6-
метоксикарбонилбутил)-2,5-дигидротиофена (88). В этом соединении
подвергают селективному гидролизу алифатическую эфирную группу
при действии метилата натрия и в полученной монокислоте (89) вновь
защищают карбоксил, но уже амидной группой — при действии хлор-
угольным эфиром в тетрагидрофуране в присутствии триэтиламина с
последующей обработкой пиперидином — образуется пиперидинат
(90). Относительно мало реакцйонноспособную аминогруппу
соединения (90) ацилируют при действии уксусного ангидрида в присутствии
хлорной кислоты и получают ацетат (91; 92% на 77), а затем, после
гидролиза, 4-карбокси-3-ацетиламино-2- (6-пиперидилкарбонилбутил) -
2,5-дигидротиофен (92; 94%).

456 С. Д. Михно, В. М. Березовский
С целью введения аминогруппы в положение 4 этого соединения
применяют реакцию Курциуса, дл'я чего соединение (92) первоначально
обрабатывают двумя эквивалентами хлоругольного эфира, что приводит
к образованию амидосмешанного ангидрида (95) через
промежуточные соединения (93) и (94); последующее прибавление азида натрия
дает ацилазид (96) в виде бесцветного маслообразного продукта. Его
перегруппировка с одновременным метанолизом по методу [48] в уретаи
(97; 85% на 92) происходит при кипячении в метиловом спирте. В
результате мягкого щелочного гидролиза соединения (97) в тетрагидрофу-
ране происходит селективное деацетилирование и получается
кристаллический диуретан (98; 90%). Его стереоспецифичное каталитическое
гидрирование с 10% Pd/C (количество катализатора 6:1) в уксусной
кислоте при 50° и 120 атм в течение 10 ч дает замещенный тиофан (99;
91%) с полной ^"^-конфигурацией заместителей. Щелочной гидролиз,
этого соединения приводит к получению (±)-биотина (1; 60%),
по-видимому, через промежуточный амин (100), который циклизуется по
С(з) уретану. Общий выход (±)-биотина из кетона (77) —37%, а из
пимелиновой кислоты (74) — 5,2%.
Стереоизбирательный синтез (±)-биотина из эфира полуальдегида
адипиновой кислоты через производные тиенофуроксанового цикла
Маркс и др. [50] предложили синтез (схема 7), который ведется на
динитросоединении, содержащем боковую алифатическую цепь
биотина, с последующим получением тиенофуроксанового бицикла и
дальнейшим его превращением в биотин через диаминотиофан.
Конденсация эфира полуальдегида адипиновой кислоты (101) [51]
с нитрометаном в метиловом спирте в присутствии едкого натра
привела к нитроспирту (102) [52], который через нитроацетат (103) при
действии уксусного ангидрида и серной кислоты был превращен в
метиловый эфир 7-нитрогепт-6-еновой кислоты (104; 38% на 101) [53].
К этому нитроолефину (104) присоединяют 2-нитротиоэтан в среде
метилового спирта и получают ди(нитроэтил)тиоэфир (105; 80%) [50].
2-Нитротиоэтан получен из 2-нитроэтилацетата при действии тринат-
рийтиофосфорана [54] в воде с последующим кислотным гидролизом
промежуточного тиофосфорного эфира. Хлороформный раствор динит-
ротиоэфира (105) медленно добавляют к смеси хлорокиси фосфора и
триэтиламина в хлороформе — получают замещенный 4Н,6Н-тиено-
[3,4-с1]фуроксан (107; 81%) в виде смеси изомеров; реакция идет через
промежуточное образование окиси динитрила (106). Такая структура
соединения (107) определяет стереохимию вводимых функциональных
групп в тиофановое кольцо.
При обработке соединения (107) Zn/Ag парой [55] в присутствии
трифторуксусного ангидрида в диметоксиэтане происходит
своеобразное восстановление и раскрытие фуроксанового цикла с образованием
ацилированного ендиамина — производного 2,5-дигидротиофена (108;
40%), наряду с небольшой примесью тиофенового производного.
Каталитическое гидрирование соединения (108) в диацилдиаминотио-
фанкарбоновый эфир (109) с полной ^^-конфигурацией заместителей
протекает с 20%-ным Pd/C катализатором под давлением 4 атм при
20° в течение 24 ч. После гидролиза и деацетилирования в среде
метилового спирта в присутствии углекислого калия образовавшийся
диамин (ПО) вводился в реакцию с фосгеном в среде бензола — в
результате получен кристаллический (±)-биотин (1; 77% на 108).
Общий выход биотина на исходный эфир полуальдегида адипиновой

Успехи химии биотина
457.
кислоты составляет 4,1%. При расщеплении рацемического биотина
на оптические антиподы с L-( + )-аргинином получен природный
( + )-биотип.
иадо,
i^igNUj,
СНС(СНЛС00СН„ —- НОСН(СН?).С00ОН,—~ СН,С00СН(СНр)аС00СН,
101
CHN0'
02NDH2CH2SH
'2'4
102
DcNGHj H2GN0
сн(снг)4соосн3
Ш4
'0
в
ОН, CH(CH2)4GQGGH3
^
105
_1СЗ
0 0
1 *
N N
II! HI
с с
СН2 CHR
_ V
106
HNDQCF,
3HNC0CF,
NHR NHR
H-5 f-.H
s^lCH.LcdocH, \5/,(снг)4соосн3.^си' ^ 2*
i— (±) ВИОТИН
(CH^CQOR' t
107
108
СХЕМА 7
ios,R.= CQGF3; R=CH-3
iio.R=P.'=H
Синтез (±)-биотина из 1,4-дибромбутана через
3-оксотиофановое производное
Этот синтез разработали Грюсснер и др. [56, 57] (схема 8); он
нестереоспецифичен и сопровождается образованием значительного
количества изомерных и побочных продуктов [58]; окончательное
построение алифатической цепи молекулы биотина производится на уже
готовой гексагидротиеноимидазольной молекуле с полной ц«с-конфигу-
рацией заместителей.
Исходным веществом в этом синтезе служит 1,4-дибромбутан (111),
в котором один атом брома замещают на оксиметильную группу и моно-
бромсоединение (112) вводят в реакцию с малоновым эфиром;
последующие гидролиз, а затем декарбоксилирование соединения (113) в
(114), его бромирование в соединение (115) приводят к получению
этилового эфира 2-бром-6-оксиметилкапроновой кислоты (116). Это
соединение конденсируют с этиловым эфиром р-меркаптопропионовой
кислоты в сульфид (117), который в результате замыкания цикла
образует оксотиофан (118) [59].
В 2-(6-метоксибутил)-3-оксо-4-метоксикарбонилтиофан (118) циан-
гидриновым синтезом и последующими превращениями через
соединения (119—123) вводят вторую карбоксильную группу по С(з> затем
из диэфира (124) и гидразин-гидрата получают некристаллизующиися
дигидразид (125), который через диазид (126) по реакции Курциуса
превращают в диуретан (127). При действии на это соединение 48%-
ной бромистоводородной кислоты удаляют защитные группы и
одновременно метоксигруппу боковой цепи замещают на бром. Полученный

458
С. Д. Михно, В. М. Березовский
диамин (128) с полной ^^-конфигурацией заместителей вводят в
реакцию с фосгеном, при этом образуется имидазолидоновый цикл,
затем промежуточное соединение (129) через биотинонитрил (130)
превращают с малым выходом в (±)-биотин (1).
C.0OC2hs
dr(CH2)4Br — 3r(CH2)40CH3 — НС(СН2)40СН3 —
} 111 иг G.0OC„H5
J2"5
113
соос2н5
соон _ coqc2h5 hs(chacooc?h5- пп
, 2 Yuwu2"5
RC(CH2)4DCH3 BrDH(GH2)40CH3 ' ?Н(СШ40СН.
11*. R= H; R = CD0H 116
us. R= Br; R=C0QH
45'
117
gooc2h D соос2н5 a' DGR C0R
S' (CH2)40DH3 xs^ (CH5)40CH3 xs/v(GH2)4DCHi
118 iis.R=CW; R = 0H 124.R=QC2H5
«в. R=C0l\IH2;R'=0H 125.R=WHNH2
i2i.R=C00H; R'=0H 12S.R = N3
122.R=CQ0C2H5;R'=0H
i23.R=C00C2H5;R'=Ce
0
c2h5oocnh A
\ HNCD0C2H5 NHn NH2 HN NH
H-)—\--H li-P-f-H H--1—Г--Н
/ \ — / \ — / \" ^ (±)-GHCTWr.
\с/Г(СН2^СН3 Ч^/Ь^Бг 4c>^cW
ч$/|-(сн2)4осн3 4s/r(CH2)4Br ч5/|-^сн2)4^
н н н
127-"- 423 1213. R= Br
«о. R= CM
GXiLMA 8
Синтез (±)-эпибиотина и (±)-эпиаллобиотина из эфира адипинового
полуальдегида через производные 3-нитротиофана
Это один из первых синтезов стереоизомеров биотина, который
разработали Гроб и Шпрехер [52] (схема 9).
В качестве исходного вещества в этом синтезе используют эфир
адипинового полуальдегида (101), из которого через ряд
превращений — образование нитропроизводного (102), хлорпроизводного (131),
тиоэфира (132), тиоальдегида (133) — получают смесь изомерных эфи-
ров 4-окси-3-нитро-2-(6-карбоксибутил)тиофана (134), выделяемых в
виде двух кристаллических нитробензоатов. Из этих стереоизомерных
оксинитротиофанов (134) последовательно получают ацетоксипроиз-
водное (135), при действии аммиака в растворе диоксана — нитроами-
ны (136), затем стереоизомерные нитроацетамиды (137) и (140), при
восстановлении амальгамированным алюминием — моноацетилдиами-

Успехи химии биотина 459
ны (138) и (141) и затем эпидиамин (139) и эпиаллодиамин (142)
Замыкание имидазолидонового цикла обоих этих соединений при
действии фосгена привело к (±)-эпибиотину (2) и (±)-эпиаллобиоти-
ну (4).
GH,N0,
QHC(GH2)4GOQGH3 —-—- u,NCHBCH(QH)(CH2)4CQO.CH3—-—
101 1С2
¦ft N0, N0f
- ™2 HSCH.CHWRl. iRDLCH CH, (?H0 G;i?
СБСМ — L L Cri? P'1 ~—
\ bnjbh у /\
(Cn^CQQG^ Y4(CH,),CD0GH3 5 ^H^CQQ0H3
131 132 133
CHs0CNH N02 RNH- NH2
"h-M-h ___ H-f—(-H ,*x
r МП i V ' ¦ / V ¦ —' I\-}-эптыптан
V \ 137
? (СН2)4С0аСН3 ¦ 133,R=C0GHS
^34. R=0H ". ¦ 133.R=H
•135. R= 0C0CH
13.3.R= NR, "-3"^™» »Щ .пил «п2
3' СН,0СШ N05 ^NH MH,„
И—К _ H-f-i-н
7 \ / \ 'х'-эпидллпзи-
• H ^ н 4
14й »*1. Я = C0GH3
142, a = и
СХЕМА 0
Стереоспецифичный синтез (±)-биотина, (±)-эпибиотина
и (±)-эпиаллобиотина из пимелиновой кислоты через замещенный
гра«с-3,4-дикарбокеитиофан
Этот синтез биотина и его стереоизомеров разработали Бекер и др.
[47, 60—62] (схема 10). Он заключается в первоначальном получении
ключевого замещенного тиофана — 4-метоксикарбонил-3-оксо-2-(6-
метоксикарбонилбутил)тиофана — из пимелиновой кислоты с
последующей трансформацией заместителей в 3,4-диамин с необходимой
стереоизомерией, которая достигается обращением конфигурации
заместителей при образовании новых циклов и их размыкании. В итоге
на диаминотиофане создают имидазолидоновый цикл.
Первоначально из пимелиновой кислоты (74) получают 4-метокси-
карбонил-3-оксо-2-(б-метоксикарбонилбутил)тиофан (77; 14% на 74)
через ряд промежуточных соединений (75) и (76) [47] (описание см.
выше). Из оксотиофана (77) посредством циангидринового синтеза,
дегидратации, гидролиза нитрильной группы в карбоксильную и
восстановления через соединения (143) и (144) получают 3,4-дикарбокси-
2-(б-карбоксибутил)тиофан в виде нескольких стереоизомерных форм,
из которых в дальнейшем синтезе используют только гранс-3,3-дикар-
боновую кислоту (145) [47, 60]. С(4)-Карбоксильную группу этого
соединения превращают в уретананилидную группу —. получают соедине-
2—141

460
С. Д. Михно, В. М. Березовский
ние (150) [61]. Для этого из дикарбоновой кислоты (145) получают
триэфир (146), который подвергают селективному гидролизу с одним
эквивалентом щелочи. Свободную карбоксильную группу образовав-
С00СН3 CG0CH.
\ /СЫ ч -СМ
.;7Т - V-Г ОН
S-^X(GH2140D0CH3 ^S^CGKj^OQCC
143 ',iAr
D0-NC6H.
G00P.C0OR r cD^' HN CO
( >№2)4coqr ЧсЛ-(сн2)4соа' Ч,/Исн
^S^j S H 5 H
(±)-БИ0ТИК
1
1*5. R= H 147. R = Q00H; R = DCH3 151. R = NHC.H,
146. R=CH3 148. R= COCE; R'=DGH3
149. R = CON3; R'= 0CH3
15D.R= NHDONHC.Hs;R'=NHC«H4
/С0ч 6
CeHsNHGGNH COR GeH5NHC0^ )«
н-bf н _ h-^-h _ 110 ^
(. Д-fCH^CONHR' ^^(CH^CONHR
•s н, н ¦
152. R = .NHMH2;R = C6H5 «4. R =C6HS .
153. R = M,; R.'=G,Kr
6 i COR s 5 « NHC30R . . H2N NH,
15, _H--)—f-н н-Ь-i-н H--bfH^ _^+1
4 >(CH2)4GO0H \ /H(CHJ.C00H С >*(CH,LC0QH биотин
•:. ь н s н s н * '
155.R = NHNHg ,57 158
1se-R=Ns c6hsN-co
C6H5C0NH GDOH csH5CONH C0N3 DEf j^H
S h - H 5 H
159 0 151 Fl=C6H5
11
HjNHNCO NhOD^HR HN NCONHC6Hr H5N NH?
H7—гн н-W-н н-Ь-f^ ,
i?2. R = CHr 1E3
cxcfwiA 10
шейся монокислоты (147) превращают в хлорангидрид и затем в
азидсоединения (148) и (149), азид преобразовывают в изоцианат
и конденсируют с анилином в соединение (150). Из него при действии

Успехи химии биотина
461
уксусного ангидрида при каталитическом участии ацетата натрия с
обращением транс-конфигурации у С(3) в ^«с-конфигурацию получают
циклический анилид (151).
При действии на анилид (151) эквимолекулярным количеством
гидразин-гидрата при 100° в течение 10 мин происходит размыкание
циклического анилида и образуется цис-гидразид (152), из которого
через азид (153) с последующей перегруппировкой Курциуса получают
соединение (154). В результате его гидролиза и последующего
взаимодействия г-4, с-3-диамино-с-2-(6-карбоксибутил)тиофана (ПО) с
фосгеном получен (±)-биотин (1) с общим выходом 1,7% на пимелино-
вую кислоту (74) [61]. Если амидную группу циклического анилида
гидролизовать и воздействовать избытком гидразин-гидрата в водном
растворе при 100° в течение 2 ч, то образуется транс-гидр азид (155),
благодаря тому, что заместитель у С(3) испытывает обращение цис-кон-
фигурации в транс-конфигурацию (такое же цис-транс-обращение
карбоксила происходит в присутствии едкого натра или метилата натрия);
серией последующих превращений через соединения (156), (157) и
г-4, х-3-диамино-с-2-(6-карбоксибутил)тиофан (158) получен (±)-эпи-
аллобиотин (4) [6].
Для получения эпибиотина исходят из промежуточного диэфира
(147) и через 4-карбанилидо-З-карбокситиофан (159), в котором
карбоксильную группу при С(з) преобразуют в азид (160) и по реакции
Курциуса в промежуточный изоцианат, затем получают циклический
^ис-уреид (161), образование которого связано с обращением
конфигурации карбоксильной группы при С(4> Далее, в результате ряда
последовательных преобразований через соединения (162), (163) и
г-4, с-3-диамино-1>2-(6-карбоксибутил)тиофан (164) получен (±)-эпи-
биотин (2) [62].
Синтез (±)-биотина, (±)-аллобиотина и (±)-эпиаллобиотина
из L-цистина через производные тиофана
Харис, Фолькерс и др. [63, 64] в 1944—1945 гг. осуществили
первый полный синтез (±)-биотина (схема 11) и тем самым окончательно
подтвердили его структуру. Так как синтез не имеет стерической
направленности, то ряд промежуточных замещенных тиофанов получают
в виде смеси изомеров с различными цис-транс-конфигурациями
заместителей. Разделение изомеров осуществляют на основе их различной
растворимости. На последней стадии синтеза на тиофановом цикле
ведется построение имидазолидонового цикла. В результате синтеза
получают три стереоизомерные формы биотина.
L-Цистин (165) восстанавливают натрием в жидком аммиаке в
L-цистеин (натриевое производное, 166), который конденсируют с хлор-
уксусной кислотой в S-карбоксиметилцистеин (167; 82,2% на 165).
Реакциями бензоилирования и этерификации в амино- и карбоксильные
группы вводят защитные группировки и получают диметиловый эфир
М-бензоил-Б-карбоксиметилцистеина (168; 48,6%) [63]. В результате,
внутримолекулярной конденсации по реакции Дикмана соединение
(168) превращают в енольную форму р-кетоэфира (натриевое
производное, 169; 89%), который в результате декарбоксилирования в смеси
уксусной и соляной кислот образует 4-бензоиламино-З-оксотиофан (170:
76,5%). В положение 2 этого соединения путем конденсации с
метиловым эфиром полуальдегида глутаровой кислоты [63, 65, 66] вводят
алифатическую боковую цепь, характерную для молекулы биотина, что
приводит к получению 4-бензоиламино-3-оксо-2- (6-метоксикарбонилбу-

462
С. Д. Михно, В. М. Березовский
тилиден)тиофана (171; 53%) с общим выходом 14,4% на исходный
L-цистин [63]. Как оказалось, эта реакция протекает неоднозначно,
одновременно по Дильсу-Альдеру образуется продукт диеновой
конденсации енольной формы 4-бензоиламино-З-оксотиофана (170, диенофил)
с енольной формой соединения (171, диен) — 2а,3-дибензоиламино-
2в-окси-6- (у-метоксикарбонилпропил) -7-оксотетрагидротиено[2, 1, 6-cd]
циклогексо[в-4, 5]тиофан (172) [67].
/h,nchcooh\
\ ch2s" /2
165
HNCDC,H,
j а о
CHCQQCHj
СН, СН2
168
HrNCHcoai\iu
1 i
CH„SNa
166
ONa
GDOCh
H,NGHGG0H
GH2SCH2GCGH
:s7
HtJpnP H
S- GH(CH2)3C00CH,
171. R = 0
\ 173. R=N0H
HNC0D6H5
n^-\5H HNCOCgHj.
s/ ?CH2\GDaCH3
HNC0D6H5
(снг)3сооснэ
172
NHcacH,
s/*CH(CH,)3CQ0CH3
178
H-V-T-H
—(±)-БИ0ТИН
Н(СН„14С00СНа
°' и -
175.R=C0CSH5; r'=G0CH3
11C.R = PJ=H
HNR NHR
LirM"H
u 'CH2)4caoGH3
(-)-АЛЛО-
ВИОТИМ
3
176.R=C0G6H5;R=G0DH3
177. R= R=H
HMR МНЯ'
чД—г-н
— ( J^'-Q"^- rWG»i биотип:
4S' H ' '''4~ ' 4
its. R=COGsH,;R=CGCb
153 f."- ¦¦>.=¦• H
СХЕ11ЧЛА 11
Из соединения (171) в результате ряда нестереоспецифичных
реакций образуются три диастереоизомерные формы: (±)-биотин (1),
(±)-аллобиотин (3) и (±)-эпиаллобиотин (4). Первоначально из
соединения (171) получают оксим (173; 59%), его восстанавливают
цинком в среде уксусного ангидрида и уксусной кислоты в смесь двух
изомерных соединений (174; 34%) и (178), а после их разделения и
каталитического гидрирования на Pd-катализаторе образуются три сте-
реоизомерных соединения (175; 68%), (176) и (179). После разделения
и обработки каждого из этих соединений гидратом окиси бария в
водном растворе получают стереоизомерные тиофандиаминокарбоновые

Успехи химии биотина
463
кислоты (ПО), (177) и (158), а в результате взаимодействия с
фосгеном — рацемические биотин (1; 57% на 175), аллобиотин (3) и
эпиаллобиотин (4) [63, 64]. Выход (±)-биотина (1) составляет 7,8%
на 4-бензоиламино-3-оксо-2-(6-метоксикарбонилбутилиден)тиофан (171)
или 1,1% на исходный L-цистин (165).
Стереоспецифичный синтез (±)-эпиаллобиотина из L-цистина
через производные 3-окситиофана
Синтез Михно и. др. [68—71] (схема 12) основан на
промежуточном соединении, получаемом (по схеме 11) из L-цист'ша и заключает-
171
HNCQCAQK
Н-)
?
180
СН(СН2)3С00СН3
HWCDD6H5
(CH2)4C0DCri3
HN:C26f5 ОН
Чс/Г(сн2),ссосн3
HNGOCpH^CE
Н -
(СН,)4С00СН,
н
н
'<8?
HWG0GADH
И—^0 __^ И—<^\\ _ 1
из
HNG0CfiH5 СЕ
16В
МП
Н
Д-(пн2)4:
'D0CH,
1C.S
NCDD6HS
1
,Л*(СН8)4С00СН,
свч„
NHG0C-R,
Ч .^(С^СООСКз
165
/CD.
""] сен,ссг;н |/"^сл
-(CH2)400DDH,
-н7—1
\^{GH,)4G0QGHs"
~153 (±) -
Зпиал -
ло&иотин
СХЕМА 1&
ся в преобразовании заместителя при С(з) с использованием стереона-
правленного восстановления циклической кетогруппы в гидроксил,
замене ее на хлор и затем на аминогруппу по своеобразно
протекающей реакции Габриеля с последующим образованием на тиофановои
молекуле имидазолидонового цикла.
Из L-цистина (165) через соединения (166—170, схема 11)
первоначально получают 4-бензоиламино-3-оксо-2- (б-метоксикарбонилбутили-
ден)тиофан (171) [63], в котором боргидридом натрия в метиловом спир-

464
С. Д. Махно, В, М. Березовский
те восстанавливают оксогруппу в оксигруппу — реакция протекает
стереонаправленно и приводит к получению г-4-бензоиламино-1:-3-окси-
2-(б-метоксикарбонилбутилиден) тиофана (180) [68]. Затем это
соединение подвергают прототропной перегруппировке под действием
хлористого водорода в метиловом спирте, что приводит к образованию в
равных количествах двух изомеров по положению 2 тиофанового
цикла — г-4-бензоиламино-3-оксо-с-2- (б-метоксикарбонилбутил) тиофана
(181) и г-4-бензоиламино-3-оксо-!-2- (б-метоксикарбонилбутил) тиофана
(186) [69].
Оксотиофаны (181) и (186) стереонаправленно восстанавливают
боргидридом натрия в соответствующие окситиофаны (182) и (187), из
которых при действии хлористого тиснила получают 3-хлорпроизводные
с сохранением конфигурации исходных соединений — r-4-бензоиламино-
1>3-хлор-с-2- (б-метоксикарбонилбутил)тиофан (183) и г-4-бензоилами-
Ho-t-3-xflop-t-2- (б-метоксикарбонилбутил) тиофан (188) [70]. По реакции
Габриеля хлор в этих соединениях заменяют на аминогруппу [71].
Реакция протекает необычно. Первоначально гракс-ЗД-аминогалогензаме-
щенные тиофаны (183) и (188) испытывают внутримолекулярную
циклизацию с образованием промежуточных соединений, содержащих,
по-видимому, азиридиновый цикл (184) и (189), а затем в результате
нуклеофильной атаки фталимидом по связи С(4)—N (на соединение 184)
получают г-4-фталимидо-1-3-бензоиламино-с-2-(б-метоксикарбонилбу-
тил)тиофан (185) (происходит как бы взаимная миграция заместителей
положений 3 и 4, но конфигурация заместителей при Q2), С(з) и С(4) не
изменяется) и по связи С(3)—N (на соединение 189) — r-4-бензоилами-
но4-3-фталимидо-с-2-(б-метоксикарбонилбутил) тиофан (190)
(происходит обращение конфигурации заместителей при С(з> и €.<§)¦ Фталимид-
ные производные (185) и (190) гидролизуют 48%-ной бромистоводород-
ной кислотой и полученный диаминотиофан (158) фосгенируют в
водной среде в присутствии карбоната натрия, в результате чего получают
(±)-зпиаллобиотин (4) [71].
Стереоспецифичный синтез (±)-биотина из циклогептена
В этом синтезе Конфалоне и др. [72] (схема 13) используется
интрамолекулярное [3 + 2]-циклоприсоединение олефиновой окиси нитрила
в стереоспецифичном синтезе ключевого бициклического аминоспирта —
З-амино-4-окситетрагидротиеноциклогептана.
Циклогептен (191) подвергают аллильному бромированию N-бром-
сукцинимидом [73] и получают 3-бромциклогептен (192; 60%), при
действии на который меркаптоуксусной кислоты в ацетонитриле
образуется 3-ацетилтиоциклогептен (193; 71%). Из него в присутствии этилата
натрия в спиртовом растворе получают меркаптид натрия (194;
~100%), а затем при действии одним эквивалентом ацетата нитроэта-
нола — 3-нитроэтилтиоциклогептен (195; 99%). По-видимому,
первоначально в качестве промежуточных соединений получаются нитроэти-
лен и меркаптан, которые и вступают в конденсацию. Обработка
соединения (195) фенилизоцианатом в присутствии триэтиламина как
катализатора в среде бензола через промежуточное интрамолекулярное
[3 + 2]-циклоприсоединение окиси нитрила (соединение 196) приводит к
стереоспецифичному получению трициклического изоксазолотетрагидро-
тиеноциклогептана (197; 80%). На этой стадии синтеза создаются два
из трех асимметрических центров биотина.
Третий асимметрический атом углерода с ^uc-конфигурацией
заместителя создается на соединении (197) в результате действия алюмогид-

Успехи химии биотина
465
ридом лития, при этом происходит расщепление N—О-связи и
восстановление иминогруппы — получается бициклический аминоспирт (198;
¦92%). Дальнейший ход реакции заключается в окислении гидроксиль-
ной группы при С(4) в карбонильную функцию и введении атома азота
в положение С(за).
При взаимодействии с хлоругольным метиловым эфиром защищают
аминогруппу аминоспирта (198), на полученное соединение (199; 94%)
действуют уксусным ангидридом в диметилсульфоксиде и превращают
его в аминокетон (200; 99%). Возможность эпимеризации по С(за> в
N0,
О—О
v—/ я-4—7
0ДСН2ШАс|^
Wj^l V
^\ C„H,NCG
132.R=Br
_, 133.а= scocH3
194 А= SNa
Ud
1S5
197
CHJQOCNH 1 CHjOOCNH " 0
|ch, hs ^—J
OH
-to-
198.R = H
199.R = C00CH,
13S
110
1
soo.R=C
«i..R=NQH
202
СХЕМА 13
более стабильную транс-конфигурацию при этом исключается. Затем
при взаимодействии соединения (200) с гидроксиламином в смеси
пиридина и спирта получают оксим в стереоизомерной антиформе (201;
90%) со следами нежелательной син-формы, а в результате
перегруппировки Бекмаца оксима (201) происходит образование замещенного
тиофана с восьмичленным лактамным кольцом (202; 22%).
Заключительный этап синтеза состоит в длительном кипячении
соединения (202) с гидроокисью бария в водном растворе с последующим
взаимодействием образовавшегося г-4, с-3-диамино-с-2-(6-карбоксибу-
тил)тиофана (110) с фосгеном — получают (±)-биотин (1; 80% на
202). Общий выход (±)-биотина из циклогептена составляет 4,3%.
Стереоспецифичный синтез ( + )-биотина из L( + )-цистеина
Этот синтез Конфалоне и др. [74] (схема 14) основан на получении
из L( + )-цистеина первоначально тиазолидинового производного, а
также на новой специфичной его окислительной циклизации —
перегруппировке в замещенный тиофан. В дальнейших превращениях
аминогруппа цистеина, которая должна была находиться при С(4) тиофано-
вой структуры, в результате перегруппировки бромаминотиофана
переходит в положение 3. Синтез не сопровождается рацемизацией и
обеспечивает 100%-ную оптическую чистоту биотиновой структуры,
характерную для ( + ) -цистеина.
Первоначально L-цистеин (203) конденсируют с бензальдегидом в
среде 95%-ного этилового спирта в 4-карбокси-2-фенилтиаз1одидин (204;
98%), в котором защищают циклическую аминогруппу метоксикарбо-

466
С. Д. Михно, В. М. Березовский
нильной группировкой при действии хлоругольным эфиром. В
образовавшемся тиазолйдиновом производном (205; 97%) карбоксильную
функцию селективно восстанавливают дибораном в тетрагидрофуране
и получают спирт (206; 99%), который окислением хромовым
ангидридом в смеси пиридина и метиленхлорида превращают в ключевой альде-
н^-с-^-еоон
HS
/сн2
гиз
к—^СВО
CD0CH,
,ЭН
-г-
C0QDH3H
2D5.R=G0DH
. 2B6.R=CHfOK
C00GH,
\ " H
^y
C6H5
g j 1 -
OQCH,
гс7
NHR Br
H-^ ((Lh
203
H
209
гп
211. R.= -
Br HH
N
¦214
5' H
213
NHg NK2
H-
K-j (-9
"•'W.1E
2«.R= CODH
•Z1S.R=C00CH3
ггв.в=снп0Н
!15.R=N3
r«.R=NH2
0
/4
h-W-h
^sxN Br
*2t
СХЕМ» f*
S H
217
(DH^COOH
D
H COOR
ггг. R = G2H6
223. R = H
GODR
H
-(+)-а ИО-
ти Н
гид — 3-метоксикарбонил-4-формил-2-фенилтиазолидин (207; 80%).
Далее это соединение конденсируют с винилмагнийхлоридом по реакции
Гриньяра в среде метиленхлорида при —75° в виниловый спирт (208;
87%), который подвергают перегруппировке Кляйзена при 85° с триме-
тиловым эфиром ортоуксусной кислоты в среде бензола в присутствик
пропионовой кислоты как катализатора в транс-олефин — 3-метокси-

Успехи химии биотина 467
карбонил-г-2-фенил-с-4-(6-метоксикарбонилпентенил)тиазолидин (209;
95%). Этот тиазолидин подвергают стереоспецифичной окислительной
циклизации — перегруппировке при действии гидробромида перброми-
да пиридина в метиловом спирте в замещенный тиофан — г-4- (метокси-
карбониламино)-1-3-бром-с-2-(р-метоксикарбонилэтил)тиофан (210;
47%). После селективного удаления защитной группировки при
действии бромистого водорода в уксусной кислоте получают бромаминотио-
фан (211; 79%) в виде гидробромида.
Дальнейший синтез биотина был связан с необходимостью прямого
Б^-замещения атома брома при С<з) на азид с обращением
конфигурации, что достигалось нагреванием при кипении бромаминотиофана в
уксусной кислоте в присутствии ацетата натрия. Эта реакция,
по-видимому, проходит через промежуточный азиридиновый цикл (212) с
последующим его раскрытием и образованием промежуточного 4-бром-З-
аминопроизводного (213), что приводит к получению оптически
активного г/?анобромлактама — г-4-бром-1-3-амино-1-2-(р-карбоксиэтил)тио-
фана (214; 96%). Обработка гранс-бромлактама (214) азидом лития
в диметилформамиде при 130° приводит к обращению конфигурации по
С(4) и образованию ^ис-азидолактама (215; 16%), а также к продукту в
этой реакции, получающемуся основным — 2,3-дигидротиофену без
заместителя При С(4).
После каталитического гидрирования соединения (215) с 10% Pd/C
в этиловом спирте при 3 атм получен г^ис-аминолактам (216; 68%).
В результате гидролиза этого соединения гидроокисью бария в диами-
нокислоту (217) с полной tjuc-конфигурацией заместителей с
последующей обработкой водным раствором фосгена в присутствии бикарбоната
натрия получен бис(нор)биотин (218), выделенный в виде его
метилового эфира (219; 45% на 216). Восстановление соединения (219) бор-
гидридом лития в кипящем тетрагидрофуране привело к получению
бис(нор)биотинола (220; 87%), который при обработке бромистоводо-
родной кислотой в уксусной кислоте гладко превращался в тиофаний-
бромид (221; 80%). Его превращение в ( + )-биотин путем
присоединения фрагмента с двумя атомами углерода проводят по [75] путем
конденсации тиофаний-бромида (221) с малоновым эфиром, что приводит к
получению диэфира (222; 68%), который затем после гидролиза
гидроокисью бария выделен в виде дикарбоновой кислоты (223). В итоге
декарбоксилирование одной карбоксильной функции кипячением в воде
привело к получению ( + )-биотина (1; около 70% на 222). Общий
выход ( + )-биотина составляет 3,6% на исходный ?( + )-цистеин.
Полный стереоспецифичный синтез ( + )-биотина из D-маннозы
через тиофановые производные
В синтезе Оруи и Емото [76] (схема 15) использована оптически
активная гексоза для получения оптически активного природного
( + )-бйотина.
Из а-О-маннозы (224) получают 2,3-ь5,6-ди-0-изопропилиден-а-.0-
маннофуранозу (225) [77] и затем реакцией с бензоилхлоридом в
пиридине — ее 1-О-бензоат (226; выход 97%), который в результате
селективного гидролиза с 70%-ной уксусной кислотой при 20° превращают в
1-0-бензоил-2,3-0-изопропилиден-а-1)-маннофуранозу (227; 93%). Для
введения в положение 4 этого соединения алифатической цепи,
характерной для молекулы биотина, 5,6-диольную группировку превращают
в альдегидную группу, что достигается укорачиванием углеродной цепи
периодатным окислением в водном ацетоне, затем полученный альдегид

468
С. Д. Михно, В. М. Березовский
(228) по реакции Виттига вводят во взаимодействие с избытком 3-ме-
токсикарбонилпропен-(2)-илиден-(1) трифенилфосфорана [78] в дихлор-
метане, в результате чего получают 1-0-бензоил-2,3-0-изопропилиден-
5,6,7,8-тетрадезокси-а-/)-л«/ссо-нон-5,7-диено-1,4-фурануронат (229; 90%
на 227). После гидрирования соединения (229) на катализаторе Pd/C в
метиловом спирте получено его производное с метоксикарбонилбутиль-
ным заместителем (230; 97%).
Дальнейшие реакции направлены на образование тиофанового
цикла. В результате гидролиза с метилатом натрия в метиловом спирте из
No^rOH \Q^_2V \г>фоН
Щ№ СНЛ"'" CH„GH
224 225. R= H 227
226. Я= В2
:- н
i i „,
С"\ /°хС /СхО'^
228. R=GHG 231 ...c 3= M
223. R = (CH=GH)2C00CH3 .. 933p=M5
230. R=(CH2)4CO0GH3
a o
11 / 'y
R0 OP.
^ >(CH2)+C00CH3 <ч /V-(GH,)4C0C
234-
235. R=h
236. R= Ms
' ' p. ^ -
С X Ё. M A ¦ 15
. a r' . .
5 H
237. R=r'=N3'
23S.P.= R'= NHCQCHj
' no. R.= R1—Nh„
= CSH5CH2
>
-биотин
1
соединения (230) образуется полуацеталъ (231), а после восстановления
боргидридом натрия — метиловый эфир 2,3,4,5-тетрадезокси-7,8-0-изо-
пропилиден-?-.лшссо-нононата (232; 85% на 230). Затем это соединение
обрабатывают метансульфохлоридом и получают димезилат (233; 96%),
который с сульфидом натрия в гексаметилфосфорамиде при 100°
превращают в производное тиофана (234; 75%).
Изопропилиденовая защита удаляется в 90%-ной муравьиной
кислоте при 20°. Получают диол (235; 92%), оксигруппы которого
превращают в аминогруппы. Для этого соединение (235) подвергают мезили-
рованию, при этом оно переходит в димезилат (236; 95%), а после
взаимодействия с азидом натрия в гексаметилфосфорамиде при 80°
образуется диазид (237; 78%). Каталитическое восстановление азидо-
групп с платиновым катализатором в метиловом спирте и уксусном
ангидриде при 20° в течение 4 ч приводит к получению диамина— г-4,с-3-

Успехи химии биотина 469
диацетоамино-с-2-(6-метоксикарбонилбутил)тиофана (238; 58%). Если
восстановление проводить в течение 1 ч, то может быть получен только
моноацетамидомоноазид. ( + )-Биотин (1; ~60%) получают из
соединения (238) после гидролиза гидроокисью бария в воде при 140° в
течение 14 ч через промежуточный г-4,с-3-диамино-с-2-(6-карбоксибутил)-
тиофан с последующим его фосгенированием по [63]. Общий выход
( + )-биотина составляет около 8,0% на исходную D-маннозу (224).
Стереоизбирательный синтез ( + )- и (±)-биотина из фумаровой
кислоты через г|«с-4,5-дикарбоксиимидазолидон-2 и производные
гексагидротиеноимидазола
Этот синтез ( + )-биотина создали Гольдберг и Штернбах [75,
79—81] (схема1 16) еще в 1949 г. Он заключается в стереоспецифичном
получении zjuc-замещенного имидазолидона из фумаровой кислоты, его
лревращении в тетрагидрофуро[3,4^]имидазол с последующим
превращением в гексагидротиено[3,4-ё]имидазол и образованием третьего
асимметрического центра с алифатической боковой цепью путем цис-
стереоизбирательного восстановления экзоциклической двойной связи.
Стереоспецифичное присоединение брома к фумаровой кислоте
(239) приводит к образованию мезо-дибромянтарной кислоты (240;
80%) [82], в которой галоген замещают на бензиламиногруппу с
образованием мезо-а,|5-дибензиламиноянтарной кислоты (241; 88%) [83]
без изменения конфигурации заместителей, после чего это соединение
при взаимодействии с фосгеном дает 1,3-дибензил-^ис-4,5-дикарбокси-2-
оксотетрагидроимидазол (242; 61%) [79]. Конфигурация хиральных Qy
и С(5) атомов в имидазолидоновом цикле сохраняется. В последующем
синтезе на основе имидазолидонового цикла наращивают тиофановое
кольцо. При действии уксусного ангидрида из ^ис-дикарбоновой
кислоты (242) получают ангидрид (243; 80%), который восстанавливают
цинком в смеси уксусной кислоты и уксусного ангидрида в ацилокси-
лактон (244; 50%) [79]. Это соединение можно получить из ^ис-дикар-
боновой кислоты (242) при каталитическом восстановлении водородом
в присутствии палладия или никеля Ренея с последующим ацетилиро-
ванием [80].
Затем соединение (244) вводят в реакцию с сероводородом в
присутствии хлористого водорода в спиртовой среде и восстанавливают
цинком в уксусной кислоте через альдегидокислоту (245) в ключевой
гексагидро-1,3-дибензил-2,4-диоксо-1 Н-тиено[3,4-ё]имидазол (246) [80].
Его можно также получить при действии гидросульфидов (NaHS, KHS,
LiHS) в водно-спиртовой среде с последующим восстановлением
цинком в соляной кислоте [84]. Выход на этой стадии синтеза низкий.
Однако выход можно резко повысить [85], если реакцию соединения (244)
с сероводородом в присутствии хлористого водорода проводить в среде
диоксана. Реакция идет через промежуточный гексагидро-1,3-дибензил-
2,4-диоксо-6-хлор-1Н-тиено[3,4-ё]имидазол, который восстанавливают
цинком в уксусной кислоте в соединение (246; 75—80% на 244 и 13% на
239). Соединение (246) также можно получить восстановлением
ангидрида (243) NaBH4 или КВН4 в диметилформамиде в промежуточный
лактон с последующей заменой кислорода на серу при действии
гидросульфидов [86].
Затем в положение 4 соединения (246) вводят боковую
алифатическую цепь [75] конденсацией с 3-этоксипропилмагнийбромидом и
получают гексагидро- 1,3-дибензил-4-окси-4-("у-этоксипропил)-тиено-[3,4^]-
имидазол (247; п=3; 30—40%), который дегидратируют [87] в соеди-

470
С. Д. Михно, В. М. Березовский
нение (248, га=2) с экзоциклической двойной связью. Его гидрируют на
Pd или Pd/C катализаторе в соединение (249, п=3). Реакция
восстановления двойной связи идет стереоизбирательно с образованием глаз-
¦ зосн
DH=?rr
соон
233
о
BzN NEz
243
BzN NEi:
ti
R R
i i
-— GH - CH
COOH COOH
?40. Fl= Br
ml R = NHBz
0
A
BzM PJBz
- «tt ¦
CH3C00 0
244
0
A.-
BzN NBz
4-J—fH
0
h-M-h
cooh ccgh
242
о 1
BzN Nbz i
H-'
GHO COQHj
245
0
H2S
246
BzN MEz
H-) ("hi
' О
Sx (CH?LDR
R=G?Hji/mn5z'
0
A.
BzN NBz
«И-
BzN Шг
^y*Er.
249. n= J v.r.' 4 ;
\ R=GrlicK.-wb2
\ Лсн(ск;.оя
248. n = ? ил:д З ;
R.= C:h.r ;.-ги Bz
n
и
¦ A .
BzN NBz
И") {-H COOR
( A-(ch,lch ~~4^~
\c<" 23i 6.И0ТИК
5 H GOOR j
252
x D
A
BzN NEz
Н-У—fh
253. R= Br GH2S03
о 2M- * = Ф о
BzN' NBz
H-l (-H
(>сск^
249 ft = H
0
246—H
H5z
H
BzN NBz
H-1 ?н _
4. A(GH2}4Br
S ft
253
0
. УК
BzN NBz
(±)-б/отии
Hdh?:4cn
s н
255
A
iK^ioori
4r/^GH(GH2)aGSDH
254
0'
BzN N6.
H-}—f-H
'S'
256
—- (±;-5иатин
(^ AA'aGD0DH3 \
s
H
257
Bz = C6ftCH2
СХЕМА Т6

Успехи химии биотина
471
ным образом соединения (249, п = 3) с ^-конфигурацией заместителя
при С(4); одновременно возникает некоторое количество изомера с
транс-конфигурацией, что приводит в дальнейшем к получению
побочного эпибиотнна [88]. Соотношения изомеров авторы не указывают.
Разделение на оптические изомеры производится на промежуточных
стадиях синтеза биотина. Для этого на соединение (249, п=3)
предварительно действуют бромистым водородом в уксусной кислоте.
Происходит образование трициклической соли — бромида (250; 12% на 246)
[81], из которого с d-камфорсульфоновой кислотой получают две диа-
стереомерные формы, разделяемые, кристаллизацией. ( + )-Биотину
отвечает энантиомер (251), образованный из (—)-тиофанийбромида
(250) и d-камфорсульфоновой кислоты. Второй энантиомер не может
быть возвращен в синтез, так как три независимых друг от друга хи-
ральных атома должны образовать эпимеры [89].
Энантиомер (251) вводят в реакцию с малоновым эфиром в виде
натриевого производного и соединение (252) кипятят в 48%-ной бро-
мистоводородной кислоте — происходит гидролиз эфирных групп, де-
карбоксилирование одной карбоксильной группы 'боковой цепи и дебен-
зилирование защитных групп, в результате чего получают ( + )-биотин
(1) [79] с выходом около 2% на исходную фумаровую кислоту (239).
В дальнейших работах по усовершенствованию этой схемы выход
¦биотина повышен [88]. Так, диоксотиеноимидазол (246) конденсируют
с 4-бензилоксибутилмагнийбромидом в среде бензола, полученное окси-
соединение (247, «=4; 74%) дегидратируют нагреванием в уксусной
кислоте в соединение (248, п = 3; 70%), которое гидрируют в метиловом
спирте в присутствии Pd/C в гексагидро-1,3-дибензил-с-4-(6-бензилокси-
бутил)-2-оксо-1Н-(г-6а,с-За)тиено[3,4^]имидазол (249, я=4). Бензиль-
ную защиту оксигруппы удаляют нагреванием в растворе 70%-ного
спирта, насыщенного хлористым водородом. Получают соединение (249,
R = H), которое бромируют трехбромистым фосфором в четыреххлори-
стом углероде, бромид (253; 68%) нагреванием с цианистым натрием в
спиртовом растворе превращают в нитрил (254), затем нагревают в
48%-ной бромистоводородной кислоте с целью гидролиза нитрильной
группы и дебензилирования и получают (±)-биотин (1) с выходом 28%
на соединение (246) или 3,6% на исходную фумаровую кислоту (239).
В другом способе [90] соединение (246) вводят в реакцию с 1,4-бу-
тилендимагнийхлоридом с последующей обработкой двуокисью
углерода и после подкисления выделяют (±)-4-окси-1\т,1\т'-дибензилбиотин
(255), который дегидратируют нагреванием в уксусной кислоте в
соединение (256). Его гидрируют в метиловый эфир Ы.Ы'-дибензилбиотина
(257) на кислотоустойчивом катализаторе — Ni/ на кизельгуре в среде
метилового спирта при 160—180° и 100 атм. При восстановлении с
катализатором Pd/C происходит частичное десульфирование молекулы.
Эфир (257) гидролизуют и дебензилируют нагреванием в 48%-ной
бромистоводородной кислоте в (±)-биотин (1) с выходом 49% на
соединение (255) и 4,7% на исходную фумаровую кислоту (239).
• Позже разделение на оптические изомеры было осуществлено на
более ранних стадиях синтеза биотина, а именно, на оксилактоне [89],
который легко получают гидролизом в щелочной среде ацетоксилакто-
на (244). Разделение осуществляют с использованием оптически
активных спиртов ((—)-ментола, (—)-борнеола или др.) в присутствии
сильных кислот, что приводит к получению диастереомерных псевдоэфиров,
разделяемых перекристаллизацией. По второму варианту разделение
на оптические изомеры осуществляют на моноэфирах дикарбоновоч
кислоты, которые получают из ангидрида (243). Предложено также [9i]

472
С. Д. Михно, В. М. Березовский
разделение на оптические изомеры производить на дикарбоновой
кислоте (242) с оптически активными аминами.
Стереоизбирательный синтез (±)-биотина из фумаровой кислоты
через сульфоокись гексагидротиенимидазола
Этот синтез Лавей, Марке и др. [92—94] (схема 17) основан на
создании из фумаровой кислоты сульфоокиси гексагидротиено[3,4-(Л-
имидазола и введении в ее молекулу боковой алифатической цепи,
характерной для биотина, путем стереоселективного алкилирования.
Фумаровую кислоту (239) через мезо-дибромянтарную кислоту
(240) и мезо-а,р-дибензиламиноянтарную кислоту (241; описание см.
выше), превращают в 1,3-дибензил-^ыс-4,5-дикарбокси-2-имидазолидон
(242; выход 76% на 241 и 59% на 239) [79]. Карбоксильные группы
соединения (242) метилируют диазометаном в диэфир (258; 97%), который
0 о
т mz bznNbj-
CDDR CDDR GH3QH ЩйН
258. R- CH,
0 0
ВгМ МВг B'zfi йВг
н-)—?н к-)—?н
281
S D
BzN NBz BzN NBz
t
I
0 284.R = C4H,-T
?63
256.R=G4Hs-t
266. R= H
Bz=C6H5CH2
СХЕМА 17
восстанавливают алюмогидридом лития в смеси тетрагидрофурана с
эфиром в 1,3-дибензил-^ис-4,5-ди(оксиметил)имидазолидон (259; 98%)
и затем при действии мезилхлорида в дихлорметане в присутствии три-
этиламина при 0° получают димезилоксиметилпроизводное (260; 95%).
Из этого соединения при действии сульфида натрия в этиловом спирте:
и при кипячении образуется ключевой промежуточный бицикл — гекса-
гидро-1,3-дибензил-2-оксо-1 Н-тиено[3,4-с1]имидазол (261; 95%).
Дальнейший синтез биотина заключается в стереонаправленном
получении сульфоокиси бицикла (262С), ее высокоселективном алки-
лировании с целью введения в молекулу боковой карбоксибутильной
цепи, последующем снятии S-окисной и защитной групп. При окислении
бицикла (261) периодатом натрия в водном метиловом спирте по [95]:

Успехи химии биотина
473
образуются две сульфоокиси (262С) и (262Т), соответственно с цис- и
транс-конфигурацией S-окисной группы по отношению к конфигурации
сопряженных атомов водорода положений За и 6а. Реакция окисления
идет почти с количественным выходом, причем изомеры 262С/262Т
образуются в соотношении 90 : 10. Конфигурация изомерных сульфо-
окисей установлена методом спектроскопии ПМР. Для дальнейшего
синтеза биотина используется ^нс-изомер — S-окись гексагидро-1,3-дп-
бензил-2-оксо-1Н-тиено[3,4-(1]имидазола (262С).
Стереоизбирательное алкилирование сульфоокиси (262С) идет через
литиевое производное (263) в транс-положение 2 к S-окисной группе и,
следовательно, приводит к образованию цис-конфигурации заместителя
к сочлененному имидазолидоновому циклу молекулы биотина.
Первоначально литиевое производное (263) получают при действии на S-окись
метиллитием в смеси гексаметилтриамидофосфорной кислоты (ГМТФК)
и тетрагидрофурана при —30°, а затем его вводят в реакцию с пятью
эквивалентами трет.бутил-ш-иодвалерианового эфира при той же
температуре. При этом образуется только один изомер с боковой цепью в
транс-положении к S-окисной группе, т. е. в цис-положении к
сочлененному имидазолидоновому циклу — 1{ис-гексагидро-1,3-дибензил-с-4-(6-
трет.бутилоксикарбонилбутил) -2-оксо-1Н- (г-6а,с-3а) тиено[3,4-с1]имидазол
(264). Реакция алкилирования находится в зависимости от
применяемых реагентов и растворителей. Так, при использовании CH3Li, смеси
ГМТФК и ТГФ продукт реакции содержит 262С/264 как 20 :80, с
ГМФТК и тиглином — 12 : 88%, с ТГФ — 58 :42%, а в случае BuLi
выход снижается до 30%- С неудачно выбранным растворителем
реакция алкилирования осложняется тем, что промежуточный карбокатион
может подвергаться конкурентному р-элиминированию или протони-
рованию.
S-Окисная группа соединения (264) легко восстанавливается при
действии треххлористого титана в смеси хлороформ — метиловый спирт
по [96] или трифенилфосфина в CCU по [97]. В образовавшемся
соединении (265; 89%)) гидролизуют трет.бутильноэфирную группу кипячением
в уксусной кислоте и полученное соединение (266; 96%) дебензилиру-
ют в 48%-ной бромистоводородной кислоте по [79] в (±)-биотин (1) с
выходом 50% на (266) и 3,1% на фумаровую кислоту (239). В этом
синтезе биотина бензильная защитная группировка может быть
заменена на аллильную, которая в конце синтеза удаляется в более мягких
условиях, чем бензильная. Выходы некоторых промежуточных соединений
с аллильной группой несколько ниже.
Стереоизбирательный синтез (±)-биотина из эфира полуальдегида
адипиновой кислоты через замещенный кетотиофан и дегидробиотин
В этом синтезе Филд и Колдуэлл [98, 99] (схема 18) ведут
построение молекулы биотина на соединении, содержащем его боковую
алифатическую цепь, затем постепенно строится тиофановый цикл и на нем —
имидазолоновое кольцо. Стереоспецифичность достигается в
результате восстановления.За,6а-дегидробиотина или его эфира.
Метиловый эфир полуальдегида адипиновой кислоты (101)
конденсируют с нитрометаном в ДМФА в метиловый эфир 6-окси-7-нитрогеп-
тановой кислоты (102; 89%) [52], который в присутствии сульфата
магния и пиперидина дегидратируют в производное (267), а затем
полученное соединение конденсируют с меркаптоуксусной кислотой при 3°
в метиловый эфир 6-карбоксиметилтио-7-нитрогептановой кислоты (268;
80% на 101). Это соединение в виде соли с дициклогексиламином под
действием дициклогексилкарбодиимида циклизуют в 4-окси-3-нитро-2-

474
С. Д. Михно, В. М. Березовский
(б-метоксикарбонилбутил)-2,5-дигидротиофен, выделяемый в виде
натриевого производного (269; 45%)- При его обработке серной кислотой
в метиловом спирте происходит прототропная перегруппировка нитро-
енола (269) в нитрокетон (270; 68%). Каталитическое гидрирование с
Pd/C нитрогруппы в аминогруппу приводит к получению гидрохлорида
4-оксо-3-амино-2-(6-метоксикарбонилбутил)тиофана (271), а в резуль-
132 -
(CHj^COOCHj V\cH.,)4
ОЫя N02
о,
n.h„-hc:
¦(chj.cooch,
2'3S
0
А
HN NH
НО
HN
А,
ч„
ЮН,) CODCri,
'iCHJ.CDj-
Г,К
х
»
? ¦
/х
А„
(СН'2)4ОО0СН3
сн3сда
/х
NC0GH,
сн3га
/" .
5 (CH2)4C0QCH3
273
X
.~У\
. 57!
о
Л.
ны т
;j:d
274
i
о
/Ч
HN NH
Н-) (-Н
чЛ
н
(СН.ЬСООН
(-)- биотип;
I
(CH3>4CQGCH3
А
HN Nh
UN JJH
\
•СНгВг C0(GH2),C0DR CHjOGHj C0(CHs)4CDDR СЦ0СН, СН(СНДС00Д
ОН
273
273
Схема 18
гзо
тате взаимодействия с изоцианатом калия образуется бициклический
гексагидро-6а-окси-4-(6-метоксикарбонилбутил)-2-оксо-1Н-тиено[3, 4-dj-
имидазол, ба-оксибиотин (272; 18,2% на 270).
Из этого эфира ба-оксибиотина (272) первоначально получают
ба-оксибиотин (273), затем его дегидратацией уксусным ангидридом —
За.ба-дегидробиотин (274; 65%) и, наконец, путем восстановления бор-
гидридом натрия в водном метиловом спирте — (±)-биотин (1) с
выходом 4,3% на исходный метиловый эфир полуальдегида адипиновой
кислоты (101). По другому варианту дегидратация эфира
ба-оксибиотина (272) уксусным ангидридом дает эфир За,6а-дегидробиотина (275;

Успехи химии биотина
475
65%). Его восстанавливают триэтилсиланом в трифторуксусной
кислоте в метиловый эфир биотина (23;, 21% на 275 и 2,0% на 101) и в
результате гидролиза получают (±)-биотин (1) [98, 99].
Модификация рассматриваемого метода синтеза биотина
Василевские и Колдуэлл [39] на его последних стадиях позволяет значительно
повысить выход биотина. Каталитическое гидрирование дегидробиотина
или его метилового эфира в уксусной кислоте дает низкий выход
биотина. Иное дело, если дегидробиотин (274) или его метиловый эфир (275)
подвергнуть диацетилированию уксусным ангидридом в соединение
(276; 80%), а после выделения гидрировать его в среде уксусной
кислоты и уксусного ангидрида с катализатором 5% Pd/C при давлении 35 атм
и температуре 85° — получается метиловый эфир М,Ы'-диацетилбиотина
(277; 88%)- Это соединение после гидролиза защитных групп
превращают в (±)-биотин (1) с общим выходом 6,7% на исходный эфир
полуальдегида адипиновой кислоты (101). Для получения эфира
За,6а-дегидробиотина (275) предложен способ [100], основанный на
замещенном имидазолине (278; синтез аналогичного соединения
представлен на схеме 2), через метоксиметилпроизводное (279), которое
восстанавливают боргидридом натрия в оксипроизводное (280). Это
соединение при действии сероводорода и TiCl4 в метиленхлориде при —70°
переходит в (275).
Оптически активный ( + )-биотин (1) получают [101] по той же
схеме 18, только на одной из ранних стадий синтеза из метилового эфира
б-карбоксиметилтио-7-нитрогептановой кислоты (268) получают
оптически активную правовращающую соль с ( + )*-а-метилбензиламином б
этилацетате. Из соли получают чистый S-энантиомер, из которого и
осуществляют синтез ( + )-биотина с высоким выходом.
Многие из рассмотренных выше синтезов биотина приводят к
образованию рацемического (±)-биотина. Из него получают природный
( + )-биотин разделением рацемата на антиподы через диастереомерный
эфир или соль с оптически активным спиртом или основанием —
(—)-оксифенилуксусной кислотой [102] и L-( + )-аргинином [103].
В заключение следует отметить, что первый ыестереоспецифичный
синтез биотина из L-цистина по схеме 11 не потерял своего значения
до настоящего времени, так как разработки стереоспецифичного
варианта синтеза на основе промежуточных соединений могут быть
результативными. Промышленный синтез биотина основан на патентах Гольд-
берга и других исследованиях по схеме 16. Новые синтезы биотина по
схемам 15—18 и другим также могут представить интерес для
технической разработки.
ЛИТЕРАТУРА
[1] В. М. Березовский. Химия витаминов. М., 433—458 (1973). [2]
D. В. Melville, A. W. Моуег, К. Hofmann, V. d u Vigneaud. J. Biol. Chem.,
146, 487 (1942). [3] W. T r a u b. Nature (London), 178, 649 (1956). [4] J. Trotter,
J. A. H a m i 11 о n. Biochemistry, 5, 713 (1966). [5] G. T. d e T i 11 a, J. W. Edmonds,
W. S tailings, J. Donohue. J. Am. Chem. Soc, 98, 1920 (1976). [6] C.-S. Chen,
R. Parthasrathy, G. T. De Titta. J. Am. Chem. Soc, 98, 4983 (1976). [7]
T. Ogawa, T. Kawano, M. Matsui. Carbohydrate Res., 57, C31 (1977). [8]
T. T s u b о i, С S e k i j о, О. S h о j i. Agr. biol. Chem., 30, 1238 (1966). [9] A. L e z i u s,
E. Ringelmann, E. Lynen. Biochem. Z., 336, 510 (1963). [10] K- Dakshina-
murti, S. P. Mis try. J. Biol. Chem., 235, 294 (1963). [11] E. L. Tatum. J. Biol.
Chem., 160, 455 (1945). [12] M. A. E i s e n b e r g. Adv. Enzymol., 38, 317 (1973).
[131 M. Cerny T. Trnka, P. В e r a n, J. P а с a k. Collect. Czech. Chem. Commun.,
34.3377(1969). [14] M. Cerny, O. J u 1 a k о b a, J. P а с a k. Collect. Szech. Chem.
Commun., 39, 1391 (1974). [15] M. L. Wolfrom, Y. L. Hung, P. Chakravarty,
G. U. Yuen, D. H or ton. J. Org. Chem, 31, 2227 (1966). [16] E. J. Corey,
3—141

476
С. Д. Михно, В. М. Березовский
К. С. Nicolaou, R. D. Balanson, Y. Machida. Synthesis, 590 (1975). [17}
H. Ohrui, S. Emoto. Tetrahedron Lett., 2765 (1975). [18] E. В u с h t a, F. A n d r e e.
Chem. Ber., 92, 3111 (1959). [19] R. J. D i m 1 e r, H. A. Davis, G. E. H i 1 b e r t. J. Am.
Chem. Soc, 88, 1377 (1946). [20] Я- В. Эпштейн, О. П. Г о л о в а, Л. И. Д у р ы-
кина. Изв. АН СССР, сер. хим., 1126 (1959). [21] Н. Ohrui, N. S u e d a, S. E m o-
t о. Agric. biol. Chem., 42, 865 (1978). [22] R. D и s с h i n s k у, L. A. D о 1 a n. J. Am.
Chem. Soc, 70, 657 (1948). [23] R. D и s с h i n s k v, L. A. D о 1 a n. J. Am.
Chem. Soc, 67, 2079 (1945). [24] С. И. Завьялов, М. П. У н а н я н,
Г.В.Кондратьева, В. В. Филиппов. Изв. АН СССР, сер. хим., 1792 (1967). [25]
R. U. Wiley, H. Wiley, О. U. В о г u m. J. Am. Chem. Soc, 70, 2005 (1948). [26]
И. А. Родионова, М. П. У н а н я н, Г. В. Кондратьева, С. И. Завьялов,
В. В. Филиппов. Изв. АН СССР, сер. хим., 660 (1970). [27] Т. Т a g u с h i,
Y. Sato, K. Wat an a be, T. Mukaiyama. Chem. Letters, 729 (1974). [28]
I. Isaka, K- Kubo, M. Takashima, M. Murakami. Jakugaku Zasshi, 88, 422
(1968). [29] С. И. Завьялов, И. А. Рубцов, Л. Л. Железная, А. Б.
Павлова, И. А. Родионова. Изв. АН СССР, сер. хим., 1679 (1973). [30] С. И.
Завьялов, И. А: Родионова, О. В. Дорофеева, Л. Л. Железная. Изв.
АН СССР, сер. хим., 2829 (1975). [31] С. И. Завьялов, И. А. Родионова,
Л. Л. Железная, Г. И. Болестова, В. В. Филиппов, 3. И. Парне с,
Д. Н. Кур санов. Изв. АН СССР, сер. хим., 1643 (1975). [32] L. С. Cheney,
J. R. Piening. J. Am. Chem. Soc, 67, 731 (1945). [33] L. С. С h e n e y, J. R. P i e-
ning. J. Am. Chem. Soc, 66, 1040 (1944). [34] E. Fischer, M. Bergman n.
Lieb. Ann. Chem., 398, 120 (1913). [35] V. P r e 1 о g, S. H e i m b a ch-J u n a s z. Ber.,
1702, 74 (1941). [36] P. К a r r e r, R. Ke 1 1 e r, E. U s t er i. Helv. Chim. Acta, 27, 237
(1944). [37] H. S eg aw a, E. Imoto. Bull. Chem. Soc. Japan, 38, 495 (1965). [38]
L. С Cheney, D. Mich. Пат. США, 2502422 (1950); С. А. 44; 6440 (1950). [39]
J. Vasilevskis, W. Caldwell. Пат. США, 4130712, кл. 548—303 (1978). [40]
S. Nishimura, E. Imoto. Bull. Soc. Chem. Japan, 35, 432 (1962). [41] Б. П.
Фабричный, H, Ф. Ш а л а в и н а, Я. Л. Гольдфарб. Докл. АН СССР, 162, 120 (1965).
[42] Б. П. Фабричный, И. Ф. Ш а л а в и н а, Я- Л. Гольдфарб. Ж. общ.
химии, 31, 1244 (1961). [43] P. Cagniat, A. Deluzarche. Compt. Rend., 222, 1301
(1946). [44] Я. Л. Гольдфарб, С. 3. Т а й ц, Л. И. Беленький. Ж. общ. химии,
29, 3564 (1959). [45] Р. N. С о n f а 1 о п е, G. P i z z о 1 a t о, М. R. U s k о к о v i с. Helv.
Chim. Acta, 59, 1005 (1976). [46] P. N. С о n f a 1 о n e, G. P i z z о 1 a t o,. M. R. U s к o-
kovic J. Org. Chem., 42, 135 (1977). [47] В. R. Baker, M. V. Querry, S.
Bernstein, S. R. Safir, Y. S u b b a r о w. J. Org. Chem., 12, 167 (1947). [48] J. W e i
list ock. J. Org. Chem., 26, 3511 (1961). [49] P. N. С о n f a 1 о n e. G. P i z z о 1 a t o,
M. R. Uskokovig. J. Org. Chem., 42, 1630 (1977). [50] M. M a r x, F. M a r t i,
J. Reisdorff, R. Sandmeier, S. С 1 a r k. J. Am. Chem. Soc. 99, 6754 (1977).
[51] K. Alder, H. von Brachel. Lieb. Ann. Chem., 651, 141 (1962). [52]
С A. Grob, H. Sprecher. Helv. Chim. Acta, 35, 885 (1952). [53] E. J. С о г е v,
N. H. Andersen, R. M. С a r 1 s о n, J. P a u s t, E. Vedejs, I. Vlattas,
R. K. Winter. J. Am. Chem. Soc, 90, 3245 (1968). [54] J. P. P i p e r, T. P.
Johnston. J. Org. Chem., 32, 1261 (1969). [55] M. Denis, С G i r a r d, J. M. С о n i a.
Synthesis. 549 (1972). [56] O. Schider, J. Bourquin, A. Griissner. Helv. Chim.
Acta, 28, 510 (1945). [57] A. G riissner, J. В о u r g u i n, O. S с h n i d e r. Helv.
Chim. Acta, 28, 517 (1945) [58] A. Griissner, J. Bourquin, O. Schnider. Helv.
Chim. Acta, 29, 770 (1946). [59] H. Schmid. Helv. Chim. Acta, 27, 128 (1944). [60]
G. В. В ro wn, D. Arm st r on g, A. V. Moyer, W. P. An slow, B. R. Baker,
M. D. Querry, S. Bernstein, S. R. Safir. J. Org. Chem., 12, 160 (1947). [61]
B. R. Baker, M. V. Querry, V. L. M с E w e n, S. Bernstein, S. R. Safir,
L. Dorfman, Y. Subbarow. J. Org. Chem., 12, 186 (1947). [62] B. R. Baker,
W. L. McEwen, V. N. К i n 1 e y. J. Org. Chem., 12, 322 (1947). [63] S. A. Harris,
D. E. Wolf, R. Mozingo, R. С A n d e r s о n, G. E. A r t h, N. R. E a s t о n,
D. Heyl, A. N. Wilson, K- F о 1 к e r s. J. Am. Chem. Soc, 66, 1756 (1944). [64]
S. A. H a r r i s, D. E. W о 1 f, R. Mozingo, G. E. A r t h, R. С Anderson,
N. R. Easton, K. F о 1 к e r s, J. Am. Chem. Soc, 67, 2096 (1945). [65] С. -Д. Михно,
B. М. Березовский, Н. А. Преображенский. Ж общ. химии, 32, 2829
(1962). [66] С. Д. Михно, И. А. Со Лунина, В. А. Девяткин, В. М.
Березовский. Ж- аналит. химии, 22, 1419 (1967). [67] С. Д. Михно, Т. М. Филиппова,
Н. С. Кулачкина, С. И. Перетокина, В. И. Середенко, И. Г. Сучков а,
Ж. И. Торося н, В. М. Березовский. Ж. орган, химии, 13, 175 (1977). [68]
C. Д. Михно, Т. М. Филиппова, Н. С. Кулачкина, Т. И. Полянская.
И. М. Кустанович, В. М. Березовский. Химия гетероцикл. соедин., 897
(1972). [69] С. Д. Михно, Т. И. Полянская, В. М. .Березовский. Химия
гетероцикл. соедин., 175 (1973). [70] С. Д. Михно, Т. М. Филиппова Н. С.
Кулачкина, И. Г. Сучков а, В. М. Березовский. Химия гетероцикл. соедин.,
459 (1976). [71] С. Д. Михно, Т. М. Ф и л и п п о в а, Н. С. Кулачкина,

Продукты гидролиза ксилана 477
И. Г. Сучков а, В. М. Березовский. Ж. орган, химии, 14, 1707 (1978). [72]
Р. N. С о п i а 1 о п е, Е. D. L о 1 1 а г, G. P i z z о 1 a t о, М. R. Li s k о к о v i c: J. Am.
Chem. Soc, 100, 6291 (1978). ,[73] L. F. Hatch, G. В а с h m a n n. Chem. Ber. 97, 132
(1964). [74] P. N. С on i alone, G. P i zz о 1 a t o, E. G. В a gg i о 1 i n i, D. L о 11 a r,
M. R. Uskokovic. J. Am. Chem., Soc, 97, 5936 (1975); 99, 7020 (1977). [75]
M. W. Goldberg, L. H. S t e г n b а с h. Пат. США, 2489236; С. А., 45, 187 (1951).
[76] H. Ohrui, S. Emoto. Tetrahedron Lett., 2765 (1975). [77] K. Freudenberg,
A. Wolf. Ber., 60, 232 (1927). [78] E. В u с h t o, F. A n d r e e. Chem. Ber., 92, 3111
(1959). [79] M.W. Goldberg, L. H. S t e r n b а с h. Пат. США; 2489232(1949);
C. А., 45, 184 (1951). [89] M. W. Goldberg, L. H. Sternbach . Пат. США,
2489234 (1949); С. А., 45, 186 (1951). [81] M. W. Goldberg, L. H. Sternbach.
Пат. США, 2489235 (1949); С. А., 45, 186 (1951). [82] Синтезы органических
препаратов. Сб.2. М. (1949). [83] W. Wenner. J. Org. Chem, 13, 26 (1948). [84] I. D. Sur-
matis, N. J. N u 11 e у. Пат. США 2519720 кл. 260—309 (1950). [85] J. I s a k a,
K. Kubo, M. Так a shim a, M. Murakami. Yakugaku Zasshi, 58, 1062 (1968).
[86] K- Kogure, J. Yoshimura, H. Fukawa, T. Shimizu. Agr. Biol. Chem.
40, 1658 (1976). [87] J. D. S u r m a t i s, N. J. N u 11 e у. Пат. США, 2579682, кл. 260—
309.7 (1951). [88] J. Isaka, К- Kubo, M. Takaschima, M. Murukami.
Yakugaku Zasshi. 88, 1068 (1968). [89] M. G e г е с k e, J. P. Z i mm er m a n n, W. A s-
chwanden. Helv. Chim. Acta, 53, 991 (1970). [90] J. Isaka, K. Kubo, M. T a k a-
shima, M. Murakami. Yakugaku Zasshi, 88, 964 (1968). [91] Y. Aoki, H.
Suzuki, H. Akiyama. Heterocycles, 3, 67 (1975). [92] S. В о г у, М. J. Luche, В. М о-
г е a u, S. L a v i е 11 е, А. М а г q u e t. Tetrahedron Lett, 827 (1975). [93] А. Маг-
quet. Pure& Appl. Chem, 49, 183 (1977). [94] S. L a v i e 11 e, S. В о ry, В. More а и,
M. J. Luche, A. M a r q и e t. J. Am. Chem, Soc, 100, 1558 (1978). [95] С R.
Johnson, D. McCants Jr., J. Am. Chem. Soc, 87, 1109 (1965). [96] T. L. H o„
C.M.Wong. Synth. Commun, 3,37 (1973). [97] J. P. А. С a s t r i 11 о n,
H. H. Szmant. J. Org. Chem, 30, 1338 (1965). [98] G. F. F i 1 d, W. С a 1 d w e 11.
Пат. ФРГ, 2558356, кл. 495/04 (1876); С. А, 86, 29809 (1977). [99] G. F. F i l d,
W. Caldwell. Пат. США, 4054740, кл. 548—303 (1977). [100] М. Т е г n a k i,
S. Yoshinari. Яп. пат, 76 138692 (1976); С. А, 87, 53927 (1977). [101] J. V a s i-
levskis, J. A. G ual tieri, S. D. H и t с h i n g s, R. С W e s t, J. W. S с о t,
D. R. Parrish, F. Т. В i z z a r г о, G. F. Fild. J. Am. Chem. Soc, 100, 7423 (1978).
[102] K- Folkers, R. Mozingo, D. E. Wolf. Пат. США, 2442681 кл. 260—309. 7
(1948). [103] К. Folkers, D. E. Wolf, N. J. Rahway. Пат. США, 2441141,
кл. 260—309. 7 (1948).
Всесоюзный научно-исследовательский Поступило
витаминный институт 13. II 1980 г.
Москва —
. . УДК 547.458.8:577.154.33/34
ИЗУЧЕНИЕ ПРОДУКТОВ ГИДРОЛИЗА КСИЛАНА MELILOTUS
ALBUS ЭНДО-1,4-р-КСИЛАНАЗОЙ
М. С. Дудкин, Н. А. Родионова, И. С. Казанская, И. В. Горбачева,
Е. И. Козарез , Н. А. Денис юк
Изучали действие эндо-1,4-|3-ксиланазы с молекулярной массой
24 000—27 000, образуемой грибом Aspergillus niger 14 при
поверхностном культивировании на пшеничных отрубях [1]. Эндо-1,4-р-ксила-
назу очищали осаждением из экстракта культуры изопропанолом,
фракционированием этанолом, гельфильтрацией через колонку с сефадексом
G-50, хроматографией и рехроматографией на колонке с гидроксилапа-
титом, хроматографией и рехроматографией на КМ-целлюлозе [2—3].
Степень очистки 5 000.
Методами электрофореза в полиакриламидном геле и изоэлектри-
ческого фокусирования, исследованием в ультрацентрифуге и
гельфильтрацией через колонку с сефадексом G-200 установили гомогенность
использованного фермента [2].
Эндо-1,4-р-ксиланаза не расщепляла ксилобиозу и D-метилксило-
зид, не гидролизовала связи между остатками p-D-глюкопираноз (1—>4)

478 М. С. Дудкин и др.
в молекулах целлюлозы хлопкового волокна, фильтровальной бумаги,
Na-карбоксиметилцеллюлозы и 1—^3 у ламинарана, не гидролизовала
связи 1—^4 и 1—^6 в молекулах крахмала, не содержала прим'есей
пектолитических и протеолитических ферментов, |3-1,4-маннаназ и
а-1,6-галактозидаз.
Эндо-1,4-|3-ксиланаза из гриба Aspergillus niger 14 в опытах при
инкубации с арабиноглюкуроноксиланом, выделенным из пшеничной
соломы, и ксилозой С14 не проявляла трансгликозилазной активности,
гидролизовала ксилотриозу и ксилотетраозу до ксилобиозы и ксилозы,
ксилопентаозу — преимущественно до ксилотетраозы, ксилогексаозу —
до ксилопентаозы и ксилотетраозы. Скорость расщепления олигосахари-
дов возрастала с увеличением степени полимеризации.
В условиях непрерывного удаления продуктов гидролиза, с
использованием мешочков для диализа из коллагеновой пленки, помещенных
в сосуд с 0,01 М ацетатным буфером при рН 4,2 при непрерывном
перемешивании раствора и смене буфера через каждые 3 ч, после 72 ч
происходит почти полное расщепление (97,7%) эндо-1,4-р-ксиланазой
4-0-метилглюкуроно-р-/)-ксилана, "выделенного из стеблей травы
донника белого.
Непрогидролизовавшийся нерастворимый остаток содержал
полисахарид с молекулярной массой 7 400. Его степень полимеризации 56,
[a]D —37е. Построен из остатков p-D-ксилозы, соединенных между
собой 1—>-4-связями, и небольшого количества D-глюкуроновой и
4-0-метил-?>-глюкуроновой кислот.
Из 10 г 4-О-метилглюкуроноксилана через 72 ч ферментативного
гидролиза получили 5,8 г нейтральных и 3,7 г кислых ксилоолигосаха-
ридов. Среди нейтральных продуктов гидролиза методом бумажной
хроматографии обнаружили ксилоолигосахариды со следующим
значением RXvl : 1 — 0,044, 2 — 0,083, 3 — 0,146, 4 — 0,48, 5—1,0 (ксило-,
за). Рассмотрев зависимости lg Rx ,/l — Rx , от п (степени
полимеризации), сопоставив выделенные соединения с заведомо известными
метчиками, рассчитанными по данным тонкослойной хроматографии, в
составе нейтральных олигосахаридов идентифицировали ксилобиозу,
ксилотриозу, в небольших количествах — ксилотетраозу и
ксилопентаозу и следы ксилозы (рисунок а).
Хроматографией на бумаге среди кислых олигосахаридов
установили присутствие ряда соединений. Ниже представлен состав кислых
олигосахаридов гидролизата 4-О-метилглюкуроноксилана донника
белого после воздействия эндо-1,4-|3-ксиланазы (А — альдоуроновая
кислота)
R Xyi исследованных Rxl кислых олигосаха-
кислых олигосахари - радов по Тимелу [5]
дов
0.19 0,1.7 (А,)
0.30 0,28 (А6)
0,32 0,43 (А5)
0,57 0,59 (А,)
0,72 0,77 (Аз)
Данные графика зависимости подвижности альдоуроновых кислот
от степени их полимеризации (рисунок б) и сопоставление величин
найденных соединений с Rxyi метчиков свидетельствуют о том, что в состав
кислых продуктов гидролиза 4-О-метилглюкуроноксилана донника
входит ряд веществ, включающий альдобиуроновую, альдотриуроновую

Продукты гидролиза ксилана ' 479
и последующие вплоть до альдогептауроновой кислоты. Среди них
преобладают олигомеры с наибольшей молекулярной массой, прежде всего
гексауроновая кислота. После хроматографирования она была элюиро-
вана водой. Экстракт упаривали в вакууме и идентифицировали.
Высокое содержание альдопента-, альдогекса-, альдогептауроновых
кислот в ферментативном гидролизате глюкуроноксилана донника
согласуется с характеристикой олигомеров, найденной после гидролиза
в присутствии эндо-1,4-р-ксиланазы ксиланов, выделенных из других
видов сырья [4], и объясняется тем, что остатки глюкуроновои кислоты
/
S Щ
В Щ
Зависимость lg
— 1 от числа остатков пг ксилозы в гомологическом
ряду ксилоолигосахаридов (а) и R ксилозы от числа m ксилозы в
гомологическом ряду альдоуроновых кислот {б).
и ее метильного производного стерически препятствуют воздействию
фермента на определенные связи поликсилозидной цепи полимера.
Тимел [5] изучал продукты гидролиза 4-О-метилглюкуроноксилана,
выделенного из древесины белой березы, который содержал на 10
остатков р-ксилозы одно ответвление в виде остатков глюкуроновои и
4-О-метилглюкуроновой кислот. Наряду с нейтральными олигосахари-
дами присутствовали кислые олигомеры со степенью полимеризации
от 4 до 8.
Рассматривая действие эндо-1,4-р-ксиланаз, содержащихся в
препаратах целлюлаз «Merck Ad.» и «Onozuka», на 4-О-метилглюкуроно-
ксилан, выделенный из древесины Fagir- sylvatica L., установили [6],
что в зависимости от происхождения эти ферменты отличаются
характером действия и дают различные продукты гидролиза. Так, после
обработки 4-О-метилглюкуроноксилана из древесины бука эндо-1,4-р-кси-
ланазой, содержащейся в препарате целлюлазы «Merck Ag.», в
растворе нашли D-ксилозу и ксилоолигосахариды со степенью полимеризации
2, 4-О-метилглюкуроновую и альдотетрауроновую кислоты. После
воздействия на этот же ксилан ксиланазы препарата целлюлазы «Onozuka*
в гидролизате присутствовали ксилоза, ксилоолигосахариды со степенью
полимеризации от 2 до 10, 4-О-метилглюкуроновая кислота и серия
кислых олигосахаридов со степенью полимеризации 3—8.
Известно, что p-D-ксиланаза, выделенная из Coniophora arrebella,
при действии на 4-О-метилглюкуроноксилан тополя Populus tremuloi-

480 М. С. Дудкин и др.
des Michx, имеющий одно ответвление в среднем на 10 остатков
ксилозы, гидролизовала его с образованием серии кислых олигомеров со
степенью полимеризации 4 и ?)-ксилозы и нейтральных — со степенью
полимеризации 2—5. Строение их детально не изучалось.
Сопоставление наших результатов с известными [4] позволяет утверждать, что
структура кислых олигосахаридов, образующихся при ферментативном
гидролизе 4-О-метилглюкуроноксиланов, характеризуется следующей
общей формулой:
-?>-Xylp-Hl->4)-[-Z)-Xylp-p-(l-4)]B-
¦I
4-O-Me-GlcuA
где п — число остатков.
В молекулах ответвление находится у невосстанавливающего
конца, а связь, расположенная слева от остатка |3-ксилозы с ответвлением,
наименее устойчива по отношению к гидролизу в присутствии
фермента. Этот факт подтвердило и то, что выделенная нами альдогексауроно-
вая кислота также расположена у невосстанавливающего конца
молекулы.
ЭКСПЕРИМЕНТАЛЬНАЯ ЧАСТЬ
В качестве субстрата для исследования ферментативного гидролиза
использовали 4-О-метилглюкуроноксилан из стеблей донника белого.
Макромолекула этого полисахарида состоит из остатков р-/)-ксилозы,
соединенных |3-1—^4-связыо. На шесть ангидроксилозных остатков
основной цепи в среднем приходится одно ответвление в виде остатков
D-глюкуроновой и 4-О-метилглюкуроновой кислот. Степень
полимеризации ксилана 120, молекулярная масса 15 900, [a]D — 95,2° (с 0,2%
4%-ный NaOH) [7].
Ферментативный гидролиз. Для гидролиза ксилана применяли вы-
сокоочищенную гомогенную эндо-1,4-р-ксиланазу, выделенную из
препарата Aspergillus niger [2]. Инкубационная смесь состояла из 2 г
ксилана, 6 мл раствора фермента, содержащего 1,5 мг эндо-1,4-ксиланазы
и 50 мл 0,01 М ацетатного буфера с рН 4,2. Удельная активность кси-
ланазы 2200 ед/мд [2—3]. Смесь помещали в мешочки для диализа из
японской коллагеновои пленки. 12 таких мешочков вводили в сосуд с
5 л 0,01 М ацетатного буфера с рН 4,2. Гидролиз вели 72 ч при
температуре 40е, непрерывно удаляя продукты расщепления путем диализа
[5] и перемешивая. Через каждые 3 ч буфер меняли. Диализаты
упаривали в вакууме и антроновым методом [8] определяли содержание в них
Сахаров. Через 24 ч гидролиза образовалось 31,25% олигосахаридов,
48 ч — 18,12%, 72 ч — 6.87%.
Диализаты, полученные после 24, 48 и 72 ч гидролиза, по данным
хроматографии, содержали одни и те же олигосахариды, поэтому при
последующих исследованиях их объединяли. Для очистки от ионов
водорода концентрированные растворы олигосахаридов пропускали
через колонку (1,5X40 см) со смолой КУ-2, от ионов гидроксила — через
колонку со смолой АВ-60 Г.
Разделение ксилоолигосахаридов на кислые и нейтральные
проводили на колонке (1,2X10,0 см) со смолой Дауэкс 1X8 в ацетатной
форме. Для разделения в нее вводили предварительно обессоленный
диализат и выдерживали в течение 12 ч. Олигосахариды элюировали
дистиллированной водой. Полноту вымывания контролировали по антрону.
После удаления нейтральных кислые ксилоолигосахариды извлекали

Продукты гидролиза ксилана
481
25%-ным раствором уксусной кислоты. В результате разделения 10 г
суммарных олигосахаридов получили 5,6 г нейтральных и 3,7 г кислых
продуктов.
Нейтральные кснлоолигосахариды. Элюат, - содержащий
нейтральные ксилоолигосахариды, упаривали в вакууме до состояния густого
сиропа. Часть его растворяли в воде и исследовали методом
нисходящей хроматографии на бумаге в системе подвижного растворителя:
пиридин — бутанол-1 — бензол — вода (3:5:1:3). Установили
присутствие ксилоолигосахаридов (см. рисунок а) со следующими
значениями Rxyi-' 1 — 0,044 (ксилопентаоза); 2 — 0,088 (ксилотетраоза);
3 — 0,146 (ксилотриоза); 4 — 0,48 (ксилобиоза); 5 — 1,00 (ксилоза).
Кислые ксилоолигосахариды. Фракцию кислых олигосахаридов
упаривали досуха, добавляли КОН до щелочной среды для
предотвращения лактонизации. Полученный раствор хроматографировали на
бумаге, применив растворитель этилацетат — уксусная кислота — вода
(3:1:3). В соответствии с результатами хроматографии по данным
графической зависимости от степени полимеризации олигосахарида
(см. рисунок б) установили присутствие кислых ксилоолигосахаридов—
альдоуроновых кислот с Rxyi 0,19 (гептауроновая кислота), 0,30 (гек-
сауроновая кислота) и 0,32 (пентауроновая кислота) с преобладанием
в смеси гексауроновой кислоты. Далее этот продукт охарактеризовали
более подробно. С этой целью его элюировали дистиллированной водой
и упаривали в вакууме.
Строение гексауроновой кислоты. Выделенное вещество изучали
по известной схеме: метилирование олигосахарида, его восстановление,
метанолиз, идентификация полученных метилгликозидов.
Метилирование проводили диметилсульфатом в присутствии щелочи [9]. 0,084 г
олигосахарида растворяли в 20 мл 40%-ного гидроксида натрия,
добавляли 15 мл диметилсульфата, перемешивали в течение 3 ч и оставляли
на 24 ч. После двухкратного метилирования смесь нейтрализовали при
охлаждении и экстрагировали хлороформом. Экстракт сушили над
безводным сульфатом натрия. Хлороформ отгоняли в вакууме, остаток
растворяли в сухом тетрагидрофуране, добавляли 5 г порошка NaOH
и 4 мл диметилсульфата. Перемешивали при 30—40° 8 ч и выдерживали
на холоде еще 12 ч. Смесь нейтрализовали, метилированный олигосаха-
рид извлекали хлороформом и далее выделяли так, как описано выше.
Полноту метилирования проверяли тонкослойной хроматографией и
ИК-спектроскопией.
Полученный сироп смешивали с сухим эфиром и восстанавливали
LiAlH4. Восстановитель добавляли периодически через каждые 15 мин
по 50—60 мг в течение часа. Смесь перемешивали еще 4 ч, охлаждали
до 0° и разрушали избыток LiAiH4 добавлением дистиллированной воды
(до обесцвечивания раствора). Полученный раствор нейтрализовали
серной кислотой. Восстановленный метилированный олигосахарид
извлекали хлороформом и повторно метилировали так, как описано выше.
Вещество, полученное после отгонки хлороформа, подвергли ме-
танолизу 4%-ной НО в метаноле в течение 5 ч. Метанолизат
нейтрализовали анионитом АВ-17 и упаривали. Полученный продукт
исследовали методом газожидкостной хроматографии на приборе ЛХМ-8 МД с
пламенно-ионизационным детектором при 150° в изотермическом
режиме. Колонка 200X0,5 см, твердая фаза — хроматон N-AWDMCS,
жидкая фаза — 5% ХЕ-60, газ-носитель — гелий, скорость — 35 мл/мин.
По данным хроматографии в сопоставлении с модельными веществами
установили присутствие 2,3-ди-О-метилксилозида, 3,4-ди-О-метилксило-
зида и 2,3,4,6-тетра-О-метилглюкопиранозида. Молярное соотношение

482
М. С. Дудкин и др.
суммы ди-О-метилксилозидов и тетра-О-метилглюкопиранозида
соответствовало 5:1. Это доказывает, что выделенный олигосахарид —
гексауроновая кислота. Присутствие в метанолизате гексауроновой
кислоты 3,4-ди-О-метилксилозида свидетельствует о присоединении уро-
новой кислоты к невосстанавливающему концу олигосахарида.
Характеристика твердого остатка после ферментативного
гидролиза ксилана. Твердый остаток после ферментативного гидролиза
промывали, сушили и очищали переосаждением через медный комплекс. После
двухкратной обработки количество легкогидролизуемых полисахаридов
в продукте стабилизировалось. Он содержал небольшое количество
зольных и азотистых веществ. Молекулярная масса полисахарида, по
,20
данным вискозиметрии, 7400 (СП-56), [а]^~ 37° (с 0,2; 4%-ный NaOH).
В состав полисахарида, по данным хроматографического анализа гид-
ролизата, входит ксилоза, небольшие количества глюкуроновой и 4-0-
метилглюкуроновой кислот.
В ИК-спектрах присутствуют полосы поглощения 899
(соответствует (3-связи между монозными остатками в полисахариде [10]), 1716
О
— С -группы | , 2876 см-1 '(—ОСН3-группы), подтверждающие на-
Ъ-
личие в ксилане глюкуроновой и 4-О-метилглюкуроновой кислот.
Следовательно, твердый остаток — низкомолекулярный ксилан с небольшим
содержанием уроновых кислот.
ВЫВОДЫ
1. Высокоочищенная гомогенная эндо-1,4-|3-ксиланаза, выделенная
из Aspergillus niger 14, через 72 ч гидролизует 97% 4-О-метилглюкуро-
ноксилана стеблей донника белого.
2.' Ответвления 4-О-метилглюкуроновой и глюкуроновой кислот в
цепи ксилана донника стерически препятствуют его гидролизу в
присутствии фермента, что приводит к образованию повышенных количеств
гексауроновых кислот в гидролизате.
3. Результаты изучения структуры гексауроновой кислоты —
продукта ферментативного распада ксилана — свидетельствуют о ее
подсоединении к невосстанавливающему концу ксилоолигосахарида.
4. Твердый остаток после ферментативного гидролиза глюкуроно-
ксилана донника белого — низкомолекулярный полисахарид,
построенный из остатков R-D-ксилозы, содержит боковые ветвления, состоящие
из глюкуроновой и 4-О-метилглюкуроновой кислот.
ЛИТЕРАТУРА
[1] Н. А. Родионова, Р. В. Фен иксов а, И. В. И т о м л е н с ки т е..
Химия древесины, 8, 127 (1971). [2] I. V. Gorbachev а, N. A. Rodionova. Bio-
shem. Biophys. Acta, 484, 79 (1977). [3] H. А. Родионова, И. В. Горбачева,
В. А. Буйвид. Биохимия, 42, вып. 4, 659 (1977). [4] R. F. H. Dekker, G. N. R i-
chards.. Advan. Carbohydr. Chem., 32, 346 (1976). [5] Т. Е. Timell. Svensk.
Papperstidn., 65, 435 (1962). [6] M. Sinner. Mitt Bundesforschunganstate Ferst,
Holz-Wirtsch., 93, 257 (1973). [7] M. С. Дудкин, Н. Г. Шкантов а. Тезисы
докладов Всесоюзн. конф. «Продукты переработки древесины — сельскому хозяйству».
Рига, 24 (1973). [8] G. H. Roe. J. Biol. Chem., 212, 335 (1955). [9] E. Л. Херст,
Э. П е р с и в а л. В кн. «Методы химии углеводов». Пер с англ. под ред. Н. К. Ко-

Углеводы, аминокислоты и макроэлементы клевера
483
четкова. М., 458 (1976). [10] С. J. G i a n g, R. H. Marchessault. J. Polimer Sci.,
39, 269 (1959).
Одесский технологический институт Поступило
пищевой промышленности _ 10. I 1980 г.
им. М. В. Ломоносова
Институт биохимии АН СССР
им. акад. А. Н. Баха
Москва
УДК 615.322:547.455:547.466.1
УГЛЕВОДЫ, АМИНОКИСЛОТЫ, ФИТИН И МАКРОЭЛЕМЕНТЫ
ТРАВЫ TRIFOLIUM PRATENSE
А. Л. Казаков, И. И. Самокши
Клевер луговой с лечебными целями применяется в народной и
научной медицине [1—4]. В клевере, произрастающем на Урале,
обнаружены ценные питательные вещества: протеины, белки, углеводы в виде
клетчатки и водорастворимых полисахаридов, минеральные соли [5].
Проведенное нами ранее химическое изучение клевера лугового
[6—9], произрастающего на Северном Кавказе, показало наличие в нем
фармакологически активных веществ — флавоноидов, фенолокислот,
обладающих витаминной, гиполипидемической и противоатеросклеро-
тической активностью.
Продолжая исследования биологически активных веществ клевера
лугового, мы изучали его углеводный состав, макроэлементы,
аминокислотный комплекс.
В водном извлечении из травы клевера хроматографически
обнаружили в свободном состоянии глюкозу и неидентифицированный
моносахарид. При осаждении водного извлечения избытком этилового
спирта свободные моносахариды остаются в маточном растворе. Сумма
полисахаридов не обнаруживается на бумажных хроматограммах
анилинфталатным реактивом, что указывает на отсутствие открытых полу-
ацетальных групп водорастворимого полисахарида и' олигосахаридов.
В результате хроматографии на бумаге гидролизата
водорастворимого сухого экстракта мы установили наличие четырех углеводных
остатков, проявляющихся анилинфталатным реактивом. Идентификацией
с достоверными образцами моносахаридов нашли преобладающее
количество галактозы и арабинозы. Два других моносахарида,
идентифицированных как ксилоза и манноза, содержатся в малых количествах и
практического интереса не представляют.
При гидролизе водорастворимого сухого экстракта с 5%-ным
раствором серной кислоты образуется осадок белого цвета, который
идентифицировали качественными реакциями как кальций сульфат. В гидро-
лизате обнаружили коны магния [10].
Зольность после сжигания и прокаливания (красное каление)
навески травы клевера составляет 8,4%. Золы, не растворимой в соляной
кислоте, содержится 1,5%. Количество макроэлементов из расчета на
воздушно-сухое сырье травы клевера составляет (мг %): К+ — 1620,
Na+ — 310, Са2+ — 1240, Mg2+ — 1090. Определения проводили
методом пламенной фотометрии раствора золы.
Большая зольность травы клевера и присутствие значительного
количества ионов кальция и магния дали основание провести
дополнительное исследование на наличие фитина (смесь кальциевых и
магниевых солей инозит-фосфорного эфира).

484
А. Л. Казаков, И. И. Самокиш
Аминокислотный состав изучали методом хроматографии на бумаге
в присутствии метчиков. Показали наличие в водной вытяжке из сухой
травы клевера десяти веществ аминокислотной природы, из которых
идентифицировали фенилаланин, лейцин (изолейцин), метионин, аспа-
рагиновую кислоту, пролин, аланин и гистидин.
ЭКСПЕРИМЕНТАЛЬНАЯ ЧАСТЬ
Получение сухого экстракта травы клевера. Измельченную траву
заливали водой (1 :20), нагревали в течение 15—20 мин и охлаждали.
Водное извлечение сгущали в вакууме и сушили в сушильном шкафу
при 60—70°. Получили сухой порошок коричневого цвета.
Гидролиз сухого экстракта проводили 5%-ным раствором H2S04
в течение 4 ч на кипящей водяной бане. После охлаждения гидролизата
выпадал белый кристаллический осадок, который фильтровали на
стеклянном фильтре и промывали холодной водой. В осадке установили
наличие кальция сульфата. В фильтрате определяли ионы магния и
моносахариды.
Определение ионов кальция и магния. Осадок, полученный при
гидролизе, кипятили с 10 мл воды, а. затем к горячему фильтрату (60—70°)
добавляли 1 н. раствор горячей (60—70°) щавелевой кислоты. При
этом выпадал белый кристаллический осадок оксалата кальция. Часть
фильтрата нейтрализовали, добавляли 1 н. растворы КНЦС' NH4OH и
Na2HP04. Образовывался белый кристаллический осадок MgNH4POt.
Идентификация углеводов. Сернокислый гидролизат
нейтрализовали кристаллическим ВаСОз, фильтровали и фильтрат, не упаривая, хро-
матографировали на бумаге Ленинградской фабрики в системах
растворителей: 1) бутанол-1 — СНзСООН — Н20, 4:1:2, 2) бутанол-1 —
этилацетат — Н20, 7:2:1,. 3) бутанол-1 — ацетон — Н20, 4:5:1;
4) н-пропанол — СН3СООН —/ Н20, 7:2:1,5) н-пропанол — ацетон—
Н20, 4:5:1, 6) н-пропанол — этилацетат — вода, 7:2: 1.
Для идентификации в качестве метчиков использовали достоверные
образцы моносахаридов. Время развития хроматограмм 12 ч в
восходящем токе растворителя. При недостаточно четком разделении
анализируемой смеси применяли двукратное разделение по 12 ч с
промежуточным подсушиванием хроматограмм [13—15].
Получение и идентификации фитина. Воздушно-сухую
измельченную траву (0,25 кг) экстрагировали 96%-ным этанолом в экстракторе с
непрерывным обратным сливом. Оставшийся шрот исчерпывающе
обрабатывали горячей водой без предварительного удаления остатков
этанола. Водное извлечение упаривали в вакууме до небольшого объема,
добавляли к нему равный объем спирта, выпавший осадок отстаивали
12 ч, затем фильтровали через бумажный фильтр и промывали этанолом
(выход 0,47%).
После переосаждения из С2Н5ОН—Н20 (1:1) получили белый
кристаллический порошок с т. разл. 276°, не растворимый в хлороформе,
эфире, этаноле. После сжигания остается 30% несгораемого остатка,
при анализе которого обнаружили ионы Са2+, Mg2+ и Р04 .
При гидролизе 5%-ным раствором H2S04 в течение 4 ч и
последующем охлаждении из гидролизата выпадает кристаллический осадок
CaS04. В фильтрате после нейтрализации кристаллическим ВаС03 из
продуктов гидролиза получили бесцветный кристаллический осадок
с т. пл. 225—226°, который идентифицировали как мезоинозит [11]. При
хроматографии на бумаге проявляется реактивом Толленса и
совпадает по величине Rf с образцом мезоинозита [12]. На основании получен-

Фосфолипиды хлопчатника
485
ных данных вещество идентифицировали как фитин (смесь Са- и
Mg-солей гексафосфорного эфира мезоинозита).
Идентификация аминокислот. Водное извлечение получали из сухой
травы клевера. Траву замачивали водой, кипятили 10—15 мин и
фильтровали. Водное извлечение хроматографировали [13] на бумаге
Ленинградской фабрики восходящим способом в системах 1 и 2. В
большинстве случаев применяли двукратное разделение по 12 ч с промежуточным
подсушиванием хроматограмм на воздухе. Для обнаружения
аминокислот хроматограмму опрыскивали 0,25%-ным раствором нингидрина
в пропаноле и нагревали при НО—120°. Хроматографически в
присутствии достоверных метчиков аминокислот идентифицировали семь веществ
аминокислотной природы, проявляющихся нингидрином.
ВЫВОДЫ
Качественно изучен хроматографией на бумаге углеводный и
аминокислотный состав клевера лугового, произрастающего на Северном
Кавказе.
Определено количество макроэлементов, калия, натрия, кальция,
магния и общей зольности.
Выделен и идентифицирован фитин — смесь Са- и Mg-солей ино-
зитфосфорного эфира.
ЛИТЕРАТУРА
[1] Н. Г. Ковалева. В кн. «Лечение растениями», М., 134 (1971). [2]
А. Ф. Гамерман, П. И. Гром. Дикорастущие лекарственные растения СССР.
М., 132 (1976). [3] Я. Мацку. И. Креча. В кн. «Атлас лекарственных растений».
Братислава, 186 (1970). [4] В. Флор я. В кн. «Лекарственные растения». Кишинев,
224 (1976). [5] Е. В. Кучеров, Г. К. Банков,, И. Б. Г у ф р а н о в. В кн.
«Полезные растения Южного Урала», М., 135 (1976). [6] А. Л. Казаков, В. И. Л и т в и-
ненко, А. С. А м м о с о в. Химия природ, соедин., 432 (1973). [7] А. Л. Казаков,
А. Л. Шинкаренко, Э. Т. Оганесян. Изв. Сев. Кавказ, научн. центра высш.
школы. Серия техн. науки, 4, 82 (1973). [8] А. Л. Казаков, Т. П. Леонтьева.
Лекарственные вещества. Под ред. Г. Н. Дорофеенко. Ростов, 145 (1979). [9]
А. Л. Казаков, Д. М. Елисеевич. Химия природ, соедин., 258 (1976). [10]
А. П. Крешков. Основы аналитической химии. Т. 1, М., (1976). [11] J. Scherer.
Ann. Chem. Pharm., 81, 375 (1952). [12] С. Ф. Д ж у м ы р к о, А. Л. Шинкаренко,
Химия природ, соедин., 384 (1972). [13] Методика количественной бумажной
хроматографии Сахаров, органических кислот и аминокислот у растений. М.—Л., (1962). [14]
Практикум по химии углеводов. Под ред. проф. Ю. А. Жданова. «Хроматография
Сахаров». М., 185 (1973). [15] И. М. Розе, Т. Г. Савельева. Химия древесины,
7, 119 (1971).
Пятигорский' фармацевтический Поступило
институт 17. IV 1980 г.
УДК 547.953:665.37
ИЗУЧЕНИЕ ФОСФОЛИПИДОВ ХЛОПЧАТНИКА
СОРТА 159-Ф В ПРОЦЕССЕ ЕГО РАЗВИТИЯ
Ф. Ю. Газизов, А. Ш. Исамухамедов, С. Т. Акрамов
Завершающей стадией развития хлопчатника являются зрелые
семена, фосфолипиды (ФЛ) которых относительно хорошо изучены [1, 2].
Авторы работы [3], исследовавшие липиды листьев хлопчатника,
указывали, что фазы развития и местоположение листьев на растения

486 Ф. Ю. Газизов и др.
не отражаются на качественном составе жирных кислот в липидах, но
сильно влияют на их количественный состав. Это справедливо и
для ФЛ [4].
Мы изучали изменения, происходящие в качественном и
количественном составах ФЛ хлопчатника по периодам вегетации. ФЛ
исчерпывающе экстрагировали смесью хлороформ — метанол (2:1) [5] и
метанолом. Водный раствор, выделявшийся из хлороформметанольного
Выход экстрактов хлопчатника сорта 159-Ф, содержние и распределение
в них фосфора по периодам вегетации
Период вегетации
Начало
вегетации—четыре
настоящих
листа (I)
Вегетация—
около 20
настоящих ли-
• стьев (II)
Бутонизация
(HI)
Цветение (IV)
Массовое пло-
дообразова-
ние (V)
Гуза-пая (VI)
Фракция
Хлопчатник
Хлороформ-метанольная
+метанольная
Водная
Шрот
Хлопчатник
Хлороформ-метанольная
Метанольная
Водная
Шрот
Хлопчатник
Хлороформ-метанольная
Метанольная
Водная
Шрот
Хлопчатник
Хлороформ-метанольная
Метанольная
Водная
Шрот
Хлопчатник
Хлороформ-метанольная
Метанольная
Водная
Шрот
Хлопчатник
Хлороформ-метанольная
Метанольная
Водная
Шрот
Выход
экстрагируемых
веществ. %
и
|
?
о
X
100,0
2.!
1,5
9,7
100.0
0,9
1,6
1,7
13,3
100.0
1,0
0.8
2,4
4,2
100,0
1,1
1,6
2,1
18,9
100,0
0.8
1.5
0.5
17,6
100,0
0,6
1,4
1.3
71,6
% ¦
I
К ИХ 0
сумме
i
58,6
41,4
—
—
20,5
38,7
40,8
—
—
24,1
18,7
57,2
—
—
22,6
32,8
44,6
—
—
28,2
17,8
51,0
—
—
19,0
41,6
39,4
—
Фосфор, %
V
t- ^
х -S-
0,018
0,45
0,05
0,08
0,039
0 78
0,38
0,18
0,17
0,024
0,57
0,34
0,13
0,09
0.038
0,90
0,48
0,15
0,10
0,024
0,47
0,22
0,20
0, 0
0,053
0,46
0,34
0,50
0,06
И
5 <-
~' о —
се о
100,0
53,5
4,1
42,4
100.0
17,5
16,1
8,1
58 3
100,0
23,6
10.9
12,8
52,7
100,0
24,9
19,3
8,2
47,6
100,0
14 5
4.4
2,2
68,9
100,0
5,5
8,9
12,3
73,3
И
™ L. >, 1
ИИ) CL'J
— и ~ О
5 и ив-
ПО фр:
сумме
экстра
емого
фора
92,8
7,2
—
—
41,9
38,6
19,5
—
—
49,9
23,1
27,0
—
—
47,5
36,9
15,6
—
—
46,7
14,1
39,2
—
—
20,6 "
33,2
46,2
:л
р&
ЛИИИД!
сумме
фосфо
21.0
15,2
22,2
34,2
11,4
5,4
экстракта, отделяли и обрабатывали хлороформом. Все экстракты
упаривали, шрот высушивали, взвешивали и определяли содержание
фосфора (таблица).
В метанольных экстрактах хлопчатника на всех стадиях его
развития присутствуют ФЛ.
В хлороформ-метанольном и метанольном экстрактах хлопчатника
на стадии четырех настоящих листьев содержались одинаковые ФЛ,
поэтому оба экстракта объединили, на других же стадиях экстракты от-

Фосфолипиды хлопчатника
487
личались друг от друга и их не объединяли. Водные экстракты и шрот
не содержат липидного фосфора, что свидетельствует о присутствии
других видов фосфорсодержащих веществ. Суммарное содержание
фосфора в водных экстрактах и шроте увеличивается с 46,5 (I) до 85,6%
(VI), исключая стадию цветения — 55,8%. Содержание липидного
фосфора возрастает с 15,2 (II) до 34,2 (IV), а затем падает до 5,4% (VI),
за исключением стадии I — 21,0%.
Качественный и количественный составы ФЛ в экстрактах
хлопчатника сорта 159-Ф определяли двумерной ТСХ в системах 1 и 2.
Результаты, представленные ниже, показывают хроматографическую
подвижность Rf и процентное содержание отдельных ФЛ по фосфору (ФИ —
фосфатидилинозит, ФХ — фосфатидилхолин, ФЭ — фосфатидилэтано-
ламин):
Rf в системе 1
Rf в системе 2
Стадия вегетации
(см. таблица)
1
II
III
IV ,
V ;'".'
VI
Ух
0,28
0
—
2.7
2,8
3,4
5,3
6,6
ФИ
0.25
0,22
п.о
6,0
6,1
ю,-»
9 6
10,3
ФХ
0,44
0,77
3D.0
54,9
40 3
29,0
25,6
9.2
ФЭ
0.43
0,53
10,3
6.4
i-,8
8,2
13,0
—
*i
0.50
0,44
16,9
14.5
,3.6
11,7
11,8
—
А3
0,55
0,74
5,9
8,6
13,9
4 8
10,4
—
Y>
0,22
0,45
5,9
1,7
7,2
22.1
14 8
62,4
^3
0,71
0,71
П,0
5,2
6,3
10,3
9,5
Уь
0,12
0,27
—
—
—
—
—
11,5
По сравнению со зрелыми семенами [1] в кустах хлопчатника на
стадиях I—V также присутствуют ФХ, ФИ, ФЭ, Хь Х3, но есть неидентифи-
дарованные ФЛ — Yb Y2, Y3. На стадии гуза-паи исчезли ФЛ — ФЭ,
Хь Х3, Y3 и появился новый ФЛ — Y4> возросло содержание Y2.
Сравнивая все стадии, видим, что количество ФХ сначала
увеличивается, а затем постепенно падает, содержание Xi постепенно
уменьшается, a Yi, наоборот, увеличивается.
По качественным реакциям, хроматографической подвижности и
литературным данным [7, 8] можно заключить, что Y2 представляет
собой фосфатидную кислоту.
Таким образом, в процессе развития хлопчатника происходят
большие изменения как в качественном, так и в количественном составе
его ФЛ.
ЭКСПЕРИМЕНТАЛЬНАЯ ЧАСТЬ
Хлопчатник до стадии четырех настоящих листьев выращивали при
искусственном освещении в комнатных условиях на промытом и
прокаленном песке, на остальных стадиях — с использованием обычной
агротехники во ВНИИ селекции и семеноводства им. Г. С. Зайцева.
Выделяли ФЛ следующим образом. Кусты хлопчатника
замораживали жидким азотом, измельчали, и экстрагировали смесью
хлороформ — метанол (2:1) и метанолом. Вода, находившаяся в растениях,
переходя в хлороформ-метанольный раствор, отслаивалась. Водный
слой отделяли, промывали хлороформом и последний объединяли с хло-
роформ-метанольным экстрактом. Экстракты упаривали при 40° на
роторном испарителе. Для двумерной ТСХ объединяли аликвоты из
хлороформ-метанолышх и метанольных экстрактов.
Для ТСХ применяли силикагель марки КСК менее 150 меш.
Системы растворителей для двумерной ТСХ: направление I —
1) хлороформ — метанол — 25%-ный аммиак, 10:5:2; направление
II — 2) хлороформ — метанол — уксусная кислота — вода, 14 : 5 : 1 : 1.

488
Ю. Е. Скляр, Н. В. Родионова
Для идентификации ФЛ применяли общепринятые реактивы и
методы [61.
Количественный состав отдельных групп ФЛ определяли по методу
[9] после разделения их двумерной ТСХ.
выводы
1. Установлено, что в процессе развития хлопчатника происходят
изменения в качественном и количественном составах сумм ФЛ. Почти
на всех стадиях развития преобладает ФХ, количество которого сначала
увеличивается до 54,9% (стадия II), а затем постепенно падает до 9,2%
(стадия VI). Содержание ФИ и ФЭ варьирует от 6 до 10%- Обнаружены
неидентифицированные ФЛ, которых не было в ядрах семян
хлопчатника.
2. Изучено распределение фосфора в экстрактах по периодам
вегетации хлопчатника сорта 159-Ф.
ЛИТЕРАТУРА
[1] Ф. Ю. Газизов, Л. А. Шуст а но в а, С. Т. Акрамов. Химия природ,
соедин., 198 (1977). [2] Ф. Ю. Газизов, А. Ш. И с а м у х а м е д о в, С. Т.
Акрамов. Химия природ, соедин., 394 (1978). [3] М. Ганиев.а, Р. И. Рахманова.
Узб. биол. ж., N° 2, 24 (1975). [4] Н. И. И с х а к о в, А. Г. Верещагин. Биохимия,
29, 3, 487 (1964). [5] J. Folch, M. Lees, H. S 1 о a n e-S t а п 1 еу. J. Biol. Chem.,
497, 226 (1958). [6] М. К е й т с. Техника липидологии. М. (1975). [7] W. M. F е г е d е-
riks, S. Brockhoven. J. Chromatogr., 17, 150 (1968). [8] M. E. M а с k i 11 i а п,
J. A. G. Laro se. Lipids., 9, 455 (1974). [9] Э. В. Д я т л о в и т с к а я, Т. И. Торхов-
ская, Л. Д. Бергельсон. Биохимия, 34, 1, 177 (1969).
Ордена Трудового Красного Знамени Поступило
Институт химии растительных веществ 23. I 1980 г«
АН УзССР
Ташкент
УДК 547.9:582.80
МОДИФИКАЦИЯ ПРИРОДНЫХ КУМАРИНОВ
РЕАКЦИЯ ЭФИРОВ КЕЛЛАКТОНА С АМИНАМИ
Ю. Е. Скляр, Н. В. Родионова
Производные келлактона (I) широко распространены в растениях
сем. Umbelliferae [1], ряд этих соединений встречается в растениях рода
Seseli L. [2]. Интерес к веществам данного типа обусловлен их
значительной биологической активностью, в частности, заметным
спазмолитическим действием [3] — виснадин, одно из соединений этого класса,
применяется за рубежом в качестве спазмолитического средства для
лечения заболеваний сердечно-сосудистой системы [4].
Модификация структуры эфиров келлактона, например путем
введения аминогруппы, могла значительно видоизменить активность этих
веществ, а также привести к образованию соединений, растворимость
солей которых в воде была бы значительно больше, чем у исходных
липофильных эфиров. С целью получения новых биологически активных
веществ мы исследовали реакцию эфиров келлактона с аминами. Ранее
реакцией виснадина с аминами был синтезирован ряд производных
3''-(а-метилбутирилокси)-4'-амино-3',4'-дигидросеселина [5]. По этому

Модификация природных кумаринов
4S9
методу нами были получены производные 4'-амино-3',4'-дигидросесели-
на из дигидросамидина (1а) и птериксина (lb) (табл. 1). Строение
полученных соединений однозначно доказывают их спектры ПМР
(табл. 2). Наличие в спектре сигналов протонов Н3, Н4, Н5, H5, Н3' ,
(СН3)2С, ацильного остатка при Су , близких к сигналам исходного
диэфира келлактона, и сдвиг сигнала от Н4' в более сильное поле
показывают, что аминогруппа находится в 4'-положении. В
гидрохлоридах III с и III d сигнал Н4' сдвинут в более слабое поле по
сравнению с соответствующим сигналом других веществ,
выделенных в виде оснований.
Однако даже при проведении реакции в мягких условиях наряду с
производными 4/-амино-3',4/-дигидросеселина образуется более поляр-
Таблица 1
Синтез 4'-аминокумаринов
Соединение
4' - Аминокумарин
Ra
NRf
1.
пл.
°l;
%
Исходный
диэфир
келлактона
Методика
III a
ШЬ
Шс
Hid
Ше
ПИ
Illg
СОСН.СЧ (СН3)2
-о
—Ш2-(СН2)3Ш3СГ
СОСН3
-Ш:СН2СН2(СН3)2
Gt
-о
-н о
-N (С2Н6)2
84
142
249
(разл.)
237
(разл.)
157
180
111
68 9
24,5
49,6
62,0
53,0
25,0
39.5
1а
1а
1а
lb
lb
lb
Б
Б
ное вещество с голубой флуоресценцией в УФ-свете. При нагревании 1а
и пиперидина без растворителя в основном получается вещество с
т. пл. 194—195°. В ПМР-спектре продукта реакции C29H42N2O5
отмечаются сигналы взаимодействующих друг с другом (J = 9 Гц) протонов,
геминальных к ацилокси- и аминогруппе (5,40 м. д., д и 4,08 м. д., д
соответственно), ароматических орто-протонов (6,16 м. д., д и 7,19 м. д ,
д, J = 9 Гц) и транс-протонов при двойной связи (7,41 м. д., д и 6,83 м. д.,
д,т=16 Гц). В ИК-спектре появляются интенсивная амидная полоса при
1640 см-1 и полосы поглощения ОН-группы при 3400, 3200 см-1. Эти
данные соответствуют структуре Via.
Таким образом, при реакции I с амином происходит раскрытие
лактонного цикла с образованием производного 4-аминохромана.
Реакция, по-видимому, идет через промежуточные соединения IV и V, так как
лактонный цикл в 3,4-дигидрокумаринах размыкается гораздо легче;
отщепление пиперидина от неустойчивого промежуточного соединения

Таблица 2
Данные ПМР-спектров 4'-аминокумаринов
Амшюкумарин
о, м. д. (J, Гц)
П-
(СН3 )2 С
NR2
Лсу1
6.Ю, д (9)
6,13, д (9)
6,25, д (9)
6,29, д (9)
6,13, д (9)
7,50, д (9)
7,52, д (9)
7,62, д (9)
7,69, д (9)
7,53, д (9)
7,19, д (9)
7,22, д (9)
7.42, д (9)
7,48, д (9)
7.28, д (9)
6,65, д (9)
6,68, д (9)
6.82, д (9)
6,87, д (9)
6.66, д (9)
5. Ю, д (4)
5,14, д (4)
5,55, д (4)
5,65, д (7)
5.10, д (5)
3,79, д (4)
3,83, д (4)
4,47, д (4)
4,80, д (7)
Д (5)
1,28, с,
1 ,48, с,
по ЗН
1.30, с,
1.51, с,
по ЗН
1,31. с,
1,55, с,
по ЗН
1,29, с
1,53, с
по ЗН
1,30, с,
1,49, с,
по ЗН
1 ,45, н. м, СН,
(СН.-С), 2,67,
н. м, 4Н
(CH3-N)
2,69, н. м, 4Н,
(СН,— N>, 3,50,
т (5), 4Н
(СНа-0)
1,96—2/7, н.
м, 4Н (СН,—С),
0,94, т (3),
ЗН (Шз-С),
3,2 —3, 55, н.
м, 2Н (CH.-N)
1.00, т (6),
6Н/С—(СН3),,/
2.30—2.80, н. м,
ЗН (СН СН.,),
3,00-3,40, н. м,
2Н (СН,—N)
1,46, н. м, 6Н
(СН3—С), 2.69,
н. м, 4Н
(CH2-N)
0,92, д (8), 6Н
/С-(СН3)2/,
2.10, н, м, 2Н
(СНа— СО)
0.92, д (8), 6Н
/С-(СН3)а/,
2.11, н. м, 2Н
(СН2-СО)
0.96, д (8), 6Н
/С-(СН3)2,
2.31—2,40, и. м,
2Н (СН,-СО)
0,96, д (8), 6Н,
/С-(СН3)3,/
2.00—2,30, н. м,
2Н(СН.,-СО)
2,02, с, ЗН
(СНз-СО)

Продолжение табл. 2
5, м. Д. (J, Гц)
Но
н3-
(СН3 )2 С
NR2
Acyl
6.14, д (9)
6,10, д (9)
6,24, д (9)
6.16, д (9)
7,53, д (9)
7.53, д (9)
7,23, д(9)
7.18, д(8)
7,62, д (9)
7,23, д (9)
7,55, д(9)
7,34, д (9)
6,66, д (9)
6,64, д (8)
5.12, д(4)
5,07, д (6)
3,85, д (4)
3.97, д (6)
6.74, д (9)
3,86, д (8)
3,58, д (8)
6,77, д(9)
5,37, д (4)
4,03, д (4)
1,30, с,
1.51, с,
по ЗН
1.22, с,
1,38, с,
по ЗН
1.21, с,
1,53, с,
по ЗН
1,35, с,
1.53, с,
по ЗН
2,60—2,80, н. м,
4Н (СН2—N),
3.51, т (4),
4Н (СН,-0)
1,00, тр (7), 6Н
(СНз-С), 2,67;
септ (6),
4Н| N<(
хсн2-
1,53, с, 6Н
(СН3—С), 2.40-
2.70, н. м, 2Н
(CH,-N),2,90-
3.30, н. м, 2Н
(CH2-N)
1.35, с, 6Н
(СН2-С), 2,65,
н. м, 4Н
(CH2-N)
2,02, с, ЗН
(СНз-СО)
2.06. с, ЗН
(СН3-СО)
7.87, д (8)и7,89д
(8) (Н2 и HG в
бензоиле),
7,50—7,20, м,
ЗН(Н3, Н4 и Н6)
К
¦8-
S
а
о
-с
S
So
а
•о
с
•о
о
Qj
?!
Q
С
* CDC13, спектры остальных соединений сняты в СО*.

492
Ю. Е. Скляр, Н. В. Родионова
HHR. (И)
la.R=C0CH3, R=C0CH2CH(CH3}2
18. R1=C09 = CH-CH3, R?=COCH3
ic. R'=CGCH3, R2=CO-CH-CHrCH3
1 , CH3
id.R = R=C0-CH=C(CH3)2
. OR
0-^0
HNFL
(ft = C0CH3
3
nr^-iQ>;
g^y^OR'
OR "vnr
Схема 1. Реакция диэфиров келлак^она с {аминами.
0
Л
О
Н
>:^>^НгСН2СН(СНз)г
се"
0C0CHjCH(CH3)z
md
соснгсн(сн3)г
via
о ^о
COCH2CH(GH3)j
DC
Схема 2. Реакция переаминирования.

Модификация природных кумаринов 493
V приводит к более устойчивому гранс-производному VI. В то же время
при реакции IV со спиртом образуется эфир VII (К2-изовалероил,
NRg — N-пиперидил), который удается выделить в незначительном
количестве из маточников от кристаллизации Via.
Структура VI содержит два фрагмента, которые, согласно
имеющимся данным, могут обусловливать психотропное действие
содержащих их веществ — амида гранс-коричной кислоты и 4-аминохромана
[6, 7]. В связи с этим нами по однотипной методике из дигидросамидина
(1а), птериксина (lb), виснадина (1с) и дисенеционата келлактона (Id)
Таблица 3
Синтез 4-аминохроманов
Соединение
IVa
VIb
¦¦- •'-¦• .'
Vic
VId
Vie
Vlf
VIg
Vlh
4-Аминохроман
R2
COCH2CH(CH3)2
"*
»
COCH3
COCH3
CO-CHCHaCH3
1
CH3
»
CO-CH=C(CH3)2
nr3
-0
"KCvQ
-0
cO
~NCZQ
'.0
-0
Т. пл., °C
195
202
156
210
222
179
189
173
Выход, %
72,2
48,3
54.0
50,0
47,5
41,4
16,6
27.3
Исходный
диэфир
келлактона
la
la
la
lb
lb
Ic
Ic
Id
и различных аминов был получен ряд 4-аминохроманов, константы и
основные характеристики которых приведены в табл. 3, ПМР-спект-
ры — в табл. 4.
Ацильный остаток в аминокумаринах (III) и аминохроманах (VI)
тот же самый, что и в исходных природных эфирах келлактона (I). Для
синтеза соединений III и VI, содержащих другие ацильные остатки,
необходимо было получить соответствующие спирты. При кислотном или
щелочном гидролизе Ша с хорошим выходом образуется Illh (R2 =—Н).
Щелочной гидролиз Via и VIb также дает спирты Vli (R2 = H, NR2 -
пиперидил) и VIk (R2=H, NRJ3 -морфолил) соответственно, однако при
кислотном гидролизе Via в результате омыления амида, изомеризации
и последующего замыкания лактонного цикла получается спирт Illh.

Таблица 4
Амино-
хроман
Данные ПМР-спектров 4-аминохроманов
5, м. д. (J, Гц)
н3
Н4
"7
"8
Ня Нр
(СН3 )2 С
NR2
Acyl
5,40, д (9)
5,50, д (9)
5.54, д (9)
5.47, д(9)
4,08, д(9)
4,18, д (9)
4.47, Д (9)
4.19, д (9)
5.58, д(9) 4.26, д (9) 6,41, д (9)
6,16, д (9)
6.31, д (9)
6.28, д (8)
6,31, д (8)
7,19, д (9)
7.24, д (9)
7,25, д(8)
7,28, д(8)
5.45, д (9)
4.12, д(9)
6,24, д (8)
7,34, д (9)
7.20, д (8)
7.41, д (16)
7 ,7 9,д(16)
7.79, д (16)
7,89, д (16)
7.89, д (16)
7,72, д (16)
6,83, д (16)
6,96, д (16)
6.85, д (16)
7,03, д(16)
7.08, д (16)
6,96, д, (16)
1,09, с,
1,28, с,
по ЗН
1.19, с,
1.31, с
по ЗН
1.21, с,
1,30, с,
по 3h
1,18, с,
1.30, с
по ЗН
1.21, с,
1,33, с
по ЗН
1,16, с,
1.27, с
по ЗН
1,61, н. м, 12Н (С—
—СН2-), 2,30—3,40,
н. м, 4Н, (СН3—N),
3,55, н. м, 4Н(СН2—N)
2.40—4,00, н. м, 8Н
(CH2-N), 3,67, с, 8Н
(С На—О)
1,60-2,10, н. м, 8Н
(СН2-С), 2,40-3,00,
н. м, 4Н, (СН2—N),
3,40—3,65, н. м, 4Н,
(CH2-N)
1,57,н. м, 12Н(СН2—С),
2,30—2,90, н. м, 2Н
(CH2-N), 3,00-3.30,
н. м, 2Н, (СН2—N),
3.60, н. м, 4Н
(CHa-N)
2,40—3,70, н. м, 8Н
(CH2v-N), 3,70, с,
8Н (СН2-0)
1,57, н. м, 12Н
(СН2-С), 2.30—2,90,
н. м, 2Н, (СН2—N),
3,00-3,30, н. м, 2Н,
(СН2—N), 3,55, н. м), 4Н
(СНа—N)
1,00, д (6), 6Н
/С-(СН3)2/, 2,19,
н. м, 2Н(СН2-СО)
1.01, д (6), 6Н
/С-(СН3)а/, 2,24,
н. м,2Н (СН3-СО)
0,99д (6), 6Н
/С-(СН3)а/, 2,21,
н. м, 2Н (СН3-СО)
2,13, с, ЗН
(ОС-СНз)
2,17, с, ЗН
(ОС—СН3)
0,92, т (7), ЗН
(СН2-СНз), 1,15,д
(7), ЗН (СН-СНз)
5
hi
Со
^О
о
Qj
С
О
а
о

Модификация природных кумаринов
495
^
=1
ч_
ч
*а
<
С3«
г
и
«
'^*ч
то
X
о
^-^
со.
й
X
00
г—
X
СП
X
og
= 1
2 ^
<
К
*^l
ю X
". U
**" J.
та^гп
н к со
ci-C -
°15?.S
о *"" w
re
СО о
г"о"
Ксо"
о.-^.
ю.2 0
7 t I
1 " <м
6ХХ
mOO
* *-^nw
см
-С-СО
СО СМ
— - О
•— С
СО
N—**
Г-"
ст>
со
CD
т—<
^-^
ее
„
,—i
со
с-"
,_,
сх>
*"^
ч
С-"
^
с-*
-—N
CD
^-*
X
ем~
со
СО
<—N
Oi
Ч
о"
1—4
^*
^^
СП
^¦^
ч
о
©_
ю
ьо
>
CJU.C
1 1 *
U ки
— Т1 ч—^
И5"
u" tS ^
co"-Ct^
^Д"3.
— см~ю
& ^.x s
lis-
Xmx ^
*T^V "CO ¦ * 1
"I * о I «Ч-,
СОГ_) . -nl
-¦—¦ ~ CO С>тс
1 '
.•>* со
CMCM _
y—l - О
— e
CO
^
4
GO
to
¦*-*.
CD
^-^
4
,.
CO
Ю
c-"
CO-
4
t-"
~^_
t-"
y ^
CO
^-^
4
t~-~
,—<
CD
o»
4.
о
^
Tf*
<—s
en
^и'
4
•*
ю"
л
>
1
--ю^ I
sco"2;?
• о
= ci>4?~
W~(N ^•'Ф
^
^n:
_— со
-* CO
¦ ,— - о
-— в
CD
—'
¦*
c-
CD
T—*
*—*•
4
см"
СП
t-*
y—S
CO
4
CM~
t>
CD*
CO
^¦^
ч
¦*
Ю
со"
О)
4
со"
см
¦*
t ^
OJ
%.^
n
о
CD
¦*
*
*
>
1
X
Xе0
со u-
см
***
o"^.^
f~ZO
"f 1 1
<NOO
•*—^^_*
CO
О X
.слсо
CTJt- -
те - О
-— R
CD
^-**
o"
T—1
t~-
CO
V
4
со"
¦*
CO
*~>4
cx>
n
o"
al
t-"
^^
en
^—^
4
CO
cx>
CD*
-—s
cx>
4
со"
CD
¦*
^-s
C71
4
CD"
Ю
a
>
§-mi?
CO h- ^—'
Я „I
So "Vm —
odS?c%S
о си .^
CO
X
CO
со и
SCO-
C'^'T4
coZO
та 1 1
is в
¦*ou
см
«J "Iju
-t> CO
coco
CO - О
-— с
G4
^¦^
4
о
о
t>
CD
^-^
4
¦*
CO
t--"
^^
о
N—**
n
4^4 ^
Ю
C-"
^-,
СЛ
^-'
4
л
со
со
CD
^
2.
4
en"
CO
¦*
-—N
en
^"^
4
„
en
t-
lO
*—»
>
1 CNV 1 -?CN U
CD ^- г лЛ-. 1
чо"Si | |
- 1 s'goSo
°.u«^*Si
T~<
2- _•.—^CN
CD^g _
- 1 1 Я
SOU
= CNCJ .
- ^>—-O
O^^ CO ^v
7 |cq4 L
1 ^ "л «
1 *Г SO'T'
^o ^ -o
-v^/ X CO ,—'•
1 1
"u^
.о та
OJCO _
^- - о
-— t3
^-^
CD
*-^
4
t-"
¦*
CD
CD
*—^
4
cx>
со
t-
y—S
en
4
CO
см
t-"
y-"N
CT>
4
„
CO
см
CO*
^_^
CD
4
t>
'^
¦*
^-»s
en
N—^
4
CO
¦*
Ю
>

496
Ю. Е. Скляр, Н. В. Родионова
че
«*
аб.
S
си
я
а;
си
ОЛЖ.
"3
о
!§¦
Я
U
-
3-
4
2
<о
5>
5
f
о
А
СО
Е
О
-<
т.
I
в
I
СО
К
_
Г^
Т"
Т
Е
СО
,
о 5
в 2
X S
3
<
о
о.
< <
1 1
мо .о
оМ°1
о *П со ^-
OU -U
-4„^Cn *«—'
СЧ
ю" '-^
ю С
5 f^L
-"О 1 ?
©"^ч"со
^-.?Е -
см ¦* °
1 с . -
О J-H * со
¦*о ¦ -
-w I СО
О)
- CJ н_
-со" та
о ¦*
О) - О
-.-. в
со
^^>
К
'ст'"
N.
со
,—^
СО
^-^
Ч
о"
со
N."
ST
ь*
„
N.
¦*
N-"
ел
^-^
ее
оо
СО
со" •
О)
^-^
ч
оо"
N.
СО*
о
f
ю"
- X
*
>
N"4
<м 1
*С с^ *г
ЧЦ"
со 1 s~
ОО ^
--^ Ж
VlLi-
fc "2 ° 2 и
счтСО »-р ^f 2 О
? с^и со" „ м.*2
. <и I си ^ си ^ ч
В с Км к °
• an и сГ-в* Ж S
r—l
- C-> v_
.« m
— CO
см. - о
— в
CO
^-^
Kf
, 1
о
N.
^^
CO
^-^
4-
a>
N.
N."
ST
К*-
оГ
t^
t-.~
-*—*
OJ
*-^
4
^
CO
со"
/-~ч
о
•^».
4
__,-
CM
*t
О)
n
со"
Ю
X
л
и
а
и
га
3
К
и
«
s
в
си
я
н
ее
си
о
и
к
3
ж
ч
н
3
(-
си
CJ
пз
н
о
fc;
О
К
И
03
В
о
>>
о
о.
о
S
о.
S-
+
со
3d
ии
рад
* *
*

Модификация природных кумаринов
497
Ацилирование Illh уксусным ангидридом и бенэоилхлоридом дало
ацетат II 1с и бензоат Illi (R2 = —СОСбНб). Ацетилирование Vli в мягких
условиях дает VI cl; в более жестких условиях в реакцию вступает и фе-
нольный гидроксил, что приводит к образованию диацетата VIII из VIк.
При реакции аминокумаринов III с аминами, кроме раскрытия
цикла и образования амида, происходит переаминирование. Так,
взаимодействие аминокумарина IIId с пиперидином приводит к получению
Via, т. е. при этом происходит не только раскрытие лактонного цикла,
но и замена изобутиламиногруппы на N-пиперидильную, Из бензоата
аминокумарина (1Ш) при нагревании его с морфолином получили VK
(R2 =—СО—СвНб, NRj = N-морфолил). Эта же реакция протекает при
взаимодействии аминохроманов с аминами, что дает возможность
получать аминохроманы, содержащие различные аминогруппы. Так, из
VIb в результате нагревания с пиперидином получили аминохроман IX.
ЭКСПЕРИМЕНТАЛЬНАЯ ЧАСТЬ
Данные элементного анализа полученных соединений
соответствуют вычисленным. ПМР-спектры веществ сняли на спектрометре Varian
HA-100D. Использованные для синтеза дигидросамидин (1а) с т. пл.
115—117° и виснадин (1с) с т. пл. 85—87° выделили из Phlojodicarpus
sibiricus (Step h.) K--P о 1., птериксин (lb) с т. пл. 79—80° — из Seseli
condensatum (Crantz.) М. P i ш е п. et S d о b п., дисенеционат кел-
лактона (Id) с т. пл. 109—110° — из Seseli talassicum (К or о v.)
М. Pirn en.et S d о b п. Аутентичность веществ показали их ПМР- и
ИК-спектры, их индивидуальность — ТСХ на силуфоле в системе пет-
ролейный эфир — этилацетат (1 : 1).
Получение 4'-аминокумаринов. А. 0,02 М диэфира келлактона и
0,06 М амина в 100 мл диоксана оставляли при 20° на 72 ч, раствор
упаривали, остаток промывали водой, растворяли в 40 мл эфира, амино-
кумарин экстрагировали 7%-ным раствором соляной кислоты
(10X20 мл). Солянокислый экстракт нейтрализовали 25%-ным
раствором аммиака, экстрагировали эфиром, эфирный экстракт упаривали,
остаток кристаллизовали из 90%-ного метанола.
Б. 0,02 М диэфира келлактона и 0,06 М амина в 50 мл бензола
нагревали при кипении в колбе с обратным холодильником в течение 2 ч,
раствор упаривали, остаток обрабатывали далее так, как описано в
методике А.
З'-Окси-^г^-пиперидил^З'^'-дигидросеселин (Illh). А. 30,2 г Ша
растворяли в 300 мл 17,5%-ного раствора соляной кислоты и нагревали
при 95° 4 ч. Охлажденный до 20° раствор нейтрализовали 25%-ным
раствором аммиака, выделившийся осадок отделяли, промывали водой
и сушили. Получили 24,0 г (53,5%) 3'окси-4/-(Ы-пиперидил)-3/,4'-дигид-
росеселина, после перекристаллизации из эфира т. пл. 109—110°.
Б. 200 мг Ша и 250 мг КОН в 3 мл спирта оставляли при 20° на 5 ч,
раствор нейтрализовали уксусной кислотой, разбавляли в 6 раз водой,
выделившийся на холоду осадок отделяли и промывали водой (2X5 мл).
Получили 120 мг (75,0%) Illh, т. пл. 106°, ИК- и ПМР-спектры
идентичны спектрам продукта кислотного гидролиза.
3/-Ацетокси-4/-(1Ч-пиперидил)-3,,4,'-дигидросвселин (Ше) из Illh.
1,04 г ПШ растворяли в 5 мл уксусного ангидрида и оставляли при 20°
на 24 ч, после чего прибавляли 10 мл воды и нейтрализовали 25%-ным
раствором аммиака, выделившийся осадок отделяли и промывали
водой. Получили 1,05 г (89,2%) Ше, после перекристаллизации из спирта
т. пл. 158°. Вещество идентично Ше, полученному по методике Б из
птериксина (ИК-спектр, температура плавления смешанной пробы).

498 Ю. Е. Скляр, Н. В. Родионова
3/-Бензоилокси-4'-(\-пиперидил)-3',4/-дигидросеселин (ПН). К 3,00 г
ПШ в 20 мл пиридина прибавляли 6 мл хлористого бензоила и
оставляли на сутки при 20°, после чего прибавляли 200 мл воды.
Образовавшийся осадок отделяли, промывали водой и кристаллизовали из 20 мл
этилового спирта. Получили 2,76 г (70%) бензоата 1Ш с т. пл. 223—224°.
Получение 4-аминохроманов. 0,03 М диэфира келлактона и 0,12 М
амина нагревали при 120—130° в течение 2 ч, прибавляли к реакционной
массе 20 мл этилового спирта, выделившийся осадок отделяли,
промывали спиртом и сушили.
Получение Vli. К 5 г Via прибавляли 50 мл 5%-ного раствора КОН
в этиловом спирте и нагревали при кипении 1 ч, раствор при этом
приобретал оранжевую окраску. Охлажденную реакционную массу
нейтрализовали уксусной кислотой, окраска раствора при этом менялась на
светло-желтую. Нейтрализованный раствор прибавляли небольшими
порциями при перемешивании к 500 мл холодной воды, выделившийся
осадок отделяли и промывали водой (ЗХЮ мл). Получили 2,53 г
вещества желтого цвета, дополнительно из маточников выделили 0,32 г
вещества. Суммарный выход 2,85 г (68,5%), т. пл. 210°.
Получение VIk. К 2,74 г VIb прибавляли 30 мл 5%-ного раствора
КОН в спирте и нагревали при кипении в течение 1 ч. Охлажденную
реакционную массу нейтрализовали уксусной кислотой, полученный
светло-желтый раствор выливали в 300 мл холодной воды.
Выделившийся светло-желтый осадок отделяли и промывали водой (2X10 мл).
Получили 1,95 г (85,5%) вещества с т. пл. 253°.
Кислотный гидролиз Via. Раствор 1,08 г Via в 10 мл 17,5%-ной
соляной кислоты нагревали при кипении 1,5 ч, охлажденную
реакционную массу нейтрализовали 25%-ным раствором аммиака,
выделившийся хлопьевидный осадок отделяли. Получили 0,70 г (98,7%) бесцветных
кристаллов с т. пл. 102°, идентичных по ПМР-спектру ПШ.
Выделение VII. 46,0 г сухого остатка после упаривания маточника
от получения Via кристаллизовали из 50 мл этилового спирта. Выделили
3,8 г суммы веществ, состоящей преимущественно из Via и вещества,
имеющего голубую флуоресценцию в УФ-свете и значительно большее
значение Rf (на силуфоле в системе петролейный эфир — этилацетат,
1:1). 1 г полученной суммы разделяли на колонке (d = 5 см) с 20 г
силикагеля Л 40/100 мж. Элюировали смесью петролейного эфира с
этилацетатом, повышая концентрацию последнего от 1 до 6%.
Отбирали фракции по 100 мл, контролируя процесс с помощью ТСХ. Из
фракций 3—6 выделили 0,04 г бесцветных кристаллов VII с т. пл. 175°.
Ацетилирование VH. К 0,42 г Vli прибавляли 0,50 мл уксусного
ангидрида и 5,00 мл пиридина и нагревали на водяной бане 4 ч. К
реакционной массе прибавляли 5,00 мл воды и нейтрализовали 25%-ным
раствором аммиака, выделившуюся смолообразную массу
кристаллизовали из водного спирта. Получили 0,17 г (35,8%) бесцветных
кристаллов с т. пл. 208°, по ИК- и ПМР-спектрам идентичных VId.
Получение VIII. К 0,858 г VIk в 4,00 мл пиридина прибавляли
2,00 мл уксусного ангидрида и нагревали реакционную массу при
кипении на глицериновой бане в течение 1 ч. Охлажденную до 20°
реакционную массу выливали в 200 мл холодной воды, нейтрализовали
25%-ным раствором аммиака. Выделившуюся смолу растирали в воде
до затвердевания, вещество отделяли, промывали 25%-ным раствором
аммиака (2X10 мл), водой (4X20 мл) и сушили. Получили 0,49 г
(47,5%) вещества с т. пл. 111 — 113°.
Реакция Hid с пиперидином. Раствор 0,63 г Hid в 1,2 мл
пиперидина нагревали 1,5 ч при 130°. К охлажденной до 20° реакционной массе

6-Хлорапигенин из хвоща
499
прибавляли 15 мл 75%-ного этилового спирта, выделившийся осадок
отделяли. Получили 0,22 г (30,0%) бесцветных кристаллов с т. пл. 195°.
По данным ИК- и ПМР-спектров вещество идентично Via, смешанная
проба с которым не дает депрессии температуры плавления.
Реакция 111i с морфолином. Раствор 1,26 г ПИ в 2,5 мл морфолина
нагревали в течение 1 ч при 115°. К охлажденной до 20° реакционной
массе прибавляли 2,0 мл этилового спирта, выделившийся осадок
отделяли. Получили 1,13 г (72,4%) вещества с т. пл. 221° (из этилацетата
с петролейным эфиром)—VI/ (R2 = —СО—СеН5, NRj — N-морфолил).
Получение IX. Раствор 0,66 г Via в 2,0 мл морфолина нагревали
1 ч при 120—130°. К охлажденной до 20° реакционной массе прибавляли
13 мл 50%-ного этилового спирта, выделившийся осадок отделяли.
Получили 0,35 г (53,1%) бесцветных кристаллов с т. пл. 183°.
выводы
В результате реакции диэфиров келлактона с первичными и
вторичными аминами в мягких условиях получаются производные 4'-ами*
нодигидросеселина. В более жестких условиях происходит не только
замещение 4'-ацилоксигруппы на аминогруппу, но и размыкание лак-
тонного цикла с образованием соответствующего амида коричной
кислоты.
Легкость гидролиза З'-ацилоксигруппы и последующей этерифика-
ции образующихся спиртов, как и использование различных аминов,
дает возможность получения самых разнообразных ацилокси- и амино-
производных.
ЛИТЕРАТУРА
[1] В. Е. Nielsen. Coumarins of Umbelliferous plants. The Royal Danish
School of Pharmacy. Chemical Laboratory B. Copenhagen (1970). [2] M. Г. Пименов,
Л. И. Д у х о в л и н о в а, Ю. Е. Скляр. Растительные ресурсы, 14, вып. 3, 427
(1978). [3] Г. П. Шарова. Спазмолитические свойства птериксина и дигидросами-
дина при холестериновом атеросклерозе у кроликов. Матер, симпозиума «Передовые
достижения в области лекарств растительного происхождения». Познань, 66 (1970).
[4] Н. Erbring, H. Uebel, G. Vogel. Arzneimittelforsch., 17, № 3, 283 (1967).
[5] Laboratoire Roger Bellon (Marcel Pesson), Fr. 1, 261, 343, Sept. 8, 1961. 3-a-Met-
hylbutyryloxy-4-aminodihydroseselins; С A. 56, № 9, 10105a (1962). [6] А. В a 1 s a m o,
P. L. В a r i 1 i, P. G г о 11 i, B. M а с с h i a, F. M а с с h i a, A. P e с с h i а, А. С u 11 i с a,
N. Passer ini. J. Medicinal Chem., 18, № 8, 842 (1975). [7] Schering AG, Brit.
758, 313, Oct. 3, 1956. 4-Aminochromans; С. А., 51, 9708b (1957).
Всесоюзный научно-исследовательский институт Поступило
лекарственных растений 8. IV 1980 г.
Москва
УДК 547.972
6-ХЛОРАПИГЕНИН ИЗ EQUISETUM ARVENSE
А. И. Сырчина, Г. Г. Запесочная, Н. А. Тюкавкина, М. Г. Воронков
Из эфирорастворимой части метанольного экстракта травы Equise-
tum arvense L. (хвощ полевой) мы выделили соединение I состава
С15Н9СЮ5, M+ 304, т. пл. 305—306°, Ятах 274, 336 нм (метанол). По
данным УФ-спектров в метаноле и в присутствии метилата натрия,
хлористого алюминия и ацетата натрия это соединение относится к группе
флавонов и имеет свободные гидроксильные группы в З^Д'-положениях
молекулы. Масс-спектр выделенного соединения позволил предположить
наличие хлора в молекуле I.

500
А. И. Сырчйна и др.
В Области молекулярного иона соединения I наблюдаются два пика
с т/е 304 (100%) и 306 (39%), что характерно для хлорсодержащих
соединений с одним атомом хлора. Пику любого хлорсодержащего иона
М всегда сопутствует пик М+ 2, примерно в три раза менее
интенсивный, поскольку естественное соотношение изотопов 35С1 и 37С1
составляет 3 : 1 [1, 2]. Аналогичное отношение пиков сохраняется и для
хлорсодержащих фрагментов А и А + 2: т/е 186 (41%) и 188 (12%).
Наличие хлора подтверждается также качественной реакцией
Степанова и пробой Бейльштейна [3]. Для сравнения использовали флаво-
ны (апигенин, генкванин, лютеолин) и хлорсодержащие органические
соединения.
Для установления местоположения хлора мы сравнивали
фрагментарные пики ионов этого соединения с фрагментарными пиками апиге-
нина, генкванина и акацетина. Фрагментарные пики с т/е 121, 118
подтверждают, что в кольце В есть свободная ОН-группа в 4'-положении
молекулы. Положение хлора в кольце А подтверждается наличием в
масс-спектре фрагментарных пиков с т/е 188, 187, 186. Положительная
реакция Гиббса указывает на свободное 8-положение молекулы флаво-
на [4]. Следовательно, хлор может быть присоединен только по 6
положению молекулы. Синтетические 6-хлор-, 7-хлор-, 8-хлорфлавоны,
полученные японскими исследователями [5, 6], дают хлорсодержащие
фрагменты в качестве основных пиков спектра, причем соотношение
интенсивностей ионов М+ и (М + 2)+ сохраняется примерно 3:1.
Во всех этих соединениях наблюдается высокая интенсивность пиков
иона А: 6-хлорфлавон — 95%, 8-хлорфлавон — 100%. Снижение
интенсивности пика иона А в нашем случае (т/е 186, 41 %) связано, очевидно,
с меньшей устойчивостью этого фрагмента вследствие наличия двух гид-
роксильных групп в 5- и 7-положениях молекулы I..
В ПМР-спектре соединения I в d-метаноле имеются сигналы
протонов Н-3 при 6,36 м. д., Н-8 при 6,66 м. д., два дублета при 6,96 и
7,94 м. д. J—9 Гц (2Н каждый) принадлежат протонам 3', 5' и 2', 6'
кольца В. Протон 5-ОН-группы проявляется при 12,9 м. д. в d-ацетоне.
На основании приведенных данных установлено, что выделенное
соединение является новым и имеет строение 5,7,4'-триокси-6-хлор-
флавона:
ОН' О '
Галогенированные флавоноиды в природе встречаются очень редко.
Ранее сообщалось о выделении хлорфлавонила (5,2'-диокси-3,7,8-три-
метокси-З'-хлорфлавонол), 6-хлоргенистеина, (5,7,4-'-триокси-6-хлоризо-
флавон) и 6,3'-дихлоргенистеина из микроорганизмов [7, 8]. В высших
растениях галогенированные флавоноиды не обнаружены.
ЭКСПЕРИМЕНТАЛЬНАЯ ЧАСТЬ
УФ-спектры снимали на спектрофотометре Hitachi EPS-3T, ПМР-
спектры — на спектрометре Varian HA-100D, масс-спектры — на
спектрометре Varian CH-8 при 70 эВ. Температуру плавления определяли на
блоке Кофлера.
Выделение 6-хлорапигенина. Эфирорастворимую часть (18 г) мета-
нольного экстракта, полученного из травы хвоща полевого [9], хромато-
графировали на силикагеле Л 100/250 мк (ЧССР). При элюировании

Состав эфирных масел полыней 501
колонки смесью бензол — ацетон (9:1) выделили 6-хлорапигенин.
Дополнительную очистку проводили на микроколонках с полиамидом и
перекристаллизацией из метанола. Выход —17 мг.
Хроматографический контроль осуществляли ТСХ (силуфол) в
системах хлороформ — ацетон — метанол, 16 : 4 : 1 (Rf 0,53),
хлороформ — ацетон, 4:1.
6-Хлорапигенин. Желтые кристаллы, растворимые в спирте,
пиридине, ацетоне, т. пл. 305—306°. В ходе определения температуры
плавления при 220° происходит перекристаллизация соединения, по данным
ТСХ, продукт при этом не изменяется. УФ-спектр (нм): Хтах (СН3ОН)
274, 336; ( + CH3ONA) 283, 328, 402; ( + А1СЦ) 280, 310, 354, 392;
( + AICI3 + HCI) 282, 308, 348, 390; ( + CH3COONa) 284, 313, 400;
( + CH3COONa + H3B03) 280, 313, 343.
Масс-спектр при 120° пг/е (J, %): (М + 2)+ 306 (39), М+ 304 (100),
(М—28) 276 (10), (А + 2) 188 (12), (А+1) 187 (34), 186 (41), (А—28)
158 (11), 138 (20), С 121 (9), В 118 (15).
ПМР-спектр в d-метаноле (м. д.): 6,36 (с, Н-3), 6,66 (с, Н-8), 6,96
и 7,94 (д, J = 9 Гц, Н-3', 5' и Н-2',6'); в d-ацетоне: 6,44 (с, Н-3), 6,7 (с,
Н-8), 7,0 и 8,0 (д, J=9 Гц, Н-3', 5' и Н-2',6'), 12,9 (с, 5-ОН).
ВЫВОДЫ
Из травы хвоща полевого выделено новое соединение, для которого
установлено строение 5,7,4'-триокси-6-хлорфлавона.
ЛИТЕРАТУРА
[1]Р. Сильверстейн, Г. Басслер, Т. Моррил. Спектрометрическая
идентификация органических соединений. М., 86 (1977). [2] Р. Джо нет он.
Руководство по масс-спектрометрии для химиков-органиков. М., 230 (1975). [3] А. Я- Рев о.
Практикум по органической химии. Качественные микрохимические реакции. М., 26
(1971). [4] Установление структур органических соединений физическими и
химическими методами. М., /, 70 (1967). [5] S. Sasaki, Y. Itagaki, T. Kurokawa,
Е. Wa tan a be, Т. А о у a m a. Mass Spectroscopy (Jap.), 14, 2, 82 (1966). [6]
Y. Itagaki, Т. Kurokawa, S. Sasaki, С Chang, F. Chen. Bull. Chem. Soc.
Japan, 39, 538 (1966). [7] A. E. В i r d, A. C. M a r s h a 11. J. Chem. Soc, (c), 2418
(1969). [8] W. A. Koenig, С Krauss, H. Zaehner. Helv. Chim. Acta, 60 (6),
2071 (1977). [9] А. И. С ы р ч и н а, М. Г. Воронков, Н. А. Т ю к а в к и н а. Химия
природ, соедин., 807 (1978).
Иркутский институт органической химии Поступило
Сибирского отделения АН СССР 20. III 1880 г.
Всесоюзный научно-исследовательский институт
лекарственных растений
Москва
1-й Московский ордена Ленина
и ордена Трудового Красного Знамени
медицинский институт им. И. М. Сеченова
УДК 547.913.001.2
ХИМИЧЕСКИЙ СОСТАВ ЭФИРНЫХ МАСЕЛ
ПОЛЫНЕЙ МОНГОЛИИ —
ARTEMISIA XEROPHYTICA И A. XANTAPHORA
М. И. Горяев, Ф. С. Шарипова, Л. А. Ельчибекова, С. Шатар,
Л. К. Тихонова
Растительный мир Монголии —¦ неисчерпаемый источник получения
природных соединений, в частности эфирных масел. Особый интерес

502
М. И. Горяев и др.
П
представляют полыни, которых в Монголии насчитывается более 58
видов, причем некоторые из них являются эндемами [1]. Многие виды-
полыней (Artemisia xerophytica, A. scoparia, A. adamsis, A. sieversiana)
составляют основной растительный покров степей, полупустынь и
пустынь.
В настоящей статье приводятся результаты исследования терпено-
вых и сесквитерпеновых углеводородов эфирных масел полыней
A. xerophitica и A. xantaphora
(полынь ксерофитиая и полынь
желтая) — эндемичных
растений Монголии, не изучавшихся
ранее.
В эфирном масле полыни
ксерофитной найдено 43% тер-
пеновых и 25%
сесквитерпеновых углеводородов (рис. 1),
полыни желтой — 40% терпено-
вых и 12% сесквитерпеновых
углеводородов (рис. 2).
Мы попытались выявить
биогенетическую связь между
терпеновыми и сесквитерпено-
выми углеводородами в
рассматриваемых эфирных
маслах. Некоторые исследователи
считают, что монотерпеновые
углеводороды определенной
структуры предполагают
присутствие в эфирном масле
соответствующих
сесквитерпеновых углеводородов,
отличающихся от первых на одну изо-
преновую группу [3]. Это
предположение подтверждается на
примере исследованных нами
масел. Так, в эфирном масле
полыни ксерофитной
присутствует монотерпеноид камфен и
сесквитерпеновый углеводород
р-сантален, структуры которых близки. Кроме того, одновременное
присутствие а-санталена, лонгифолена, р-санталена и лонгициклена
предполагает, что биогенез их возможен из общего предшественника.
Вероятно, р-сантален подвергается циклизации за счет одного из двух
ненасыщенных центров молекулы, ведущей к образованию а-санталена
или лонгифолена. В свою очередь циклизация этих двух углеводородов
может привести к образованию тетрациклического сесквитерпена
лонгициклена.
В эфирном масле полыни желтой наряду со значительными
количествами а- и р-пиненов и лимонена присутствуют близкие по строению
а-бергамотен, р-бергамотен и р-бизаболен.
ЭКСПЕРИМЕНТАЛЬНАЯ ЧАСТЬ
Эфирные масла получили перегонкой с паром воздушно-сухих
растений в^фазе бутонизации. При исследовании использовали методы
вакуумной дистилляции, хроматографического разделения на окиси алю-
. J5 W S 8 JS 2В 15 10 ,1 Й
. Врет, мин
Рис. 1. Хроматограмма терпеновых (а) и
сесквитерпеновых (б) углеводородов эфирного
масла полыни ксерофитной:
7-и-пииен, 2-каифен, 3—Р-пннен, 4-сабинен,
5—и-терпинен, 6~ лимонен, 7-цинеол, ?-7-терпинен,
9—л-цимен, /' — 4' — неидентифнцированные
углеводороды, 5 -иланген, 6' — лонгициклен, 7'-а-сантален, 8' —
лонгифолен, 9'-епи-Р-сантален, 10-Р-сантален, 12—а-
химахален, /3--(-бизаболен, 14—5-кадинен, 15—1-кади-
нен, 16—каламенен.

Состав эфирных масел полыней 503
миния и газожидкостной хроматографии на приборе «Вырухром»
мод. А-1 с применением пламенно-ионизационного детектора, на
стальной колонке 3 м Х0,3 см, неподвижная фаза — реоплекс 400 в
количестве 10% от твердого носителя (целит, 60—80 меш),
газ-носитель — гелий, 45 мл/мин. При разделении сесквитерпеновых
углеводородов в качестве внутреннего стандарта для определения
относительного времени удерживания применяли нафталин [3].
Препаративное выделение терпеновых углеводородов осуществляли
на универсальном хроматографе УХ-2, на колонке 110X0,6 см,
заползу 15 10 5 0 20 15 10 5 0
Время, мин
Рис. 2. Хроматограмма монотерпеновых (я) и
сесквитерпеновых (б) углеводородов эфирного
масла полыни желтой:
1 —а-пинен, 2 —камфен, 3 — р-пинен, 4 — А3-карен, 5 —
лимонен, 6—цимеол, 7—f-терпинен, 8 — л-цимен, Г — 6' — не-
идентифицированные углеводороды, 8'— нланген, 9 —
ч-гурьюнен, 10—а-бергамотен, 11 —Р-гурьюнен, 12—(3-берга-
мотен, 13 — кариофиллен, 14 — 3-гумулен, 15—а-гумулен, 16—
р-бизаболен, 17—о-кадинен.
ненной целитом 545 (60—80 меш) с 20% реоплекса 400.
Количественный состав определяли методом внутренней нормировки [4].
Полынь ксерофитная •— полукустарник с деревянистым стволом
высотой 5—8 см — распространена в пустынно-степной зоне Гоби. Масло
имеет желто-коричневый цвет, приятный запах и следующие физико-
20
химические константы: nD 1,4630, кислотное число 14,2, эфирное число
45,0. Выход масла 1,2%.
Эфирное масло (10 г) обрабатывали 50%-ным раствором соды для
выделения кислот и 30%-ным раствором щелочи для выделения
фенолов. Из выделенных кислот (0,01% к целому маслу) получили
метиловые зфиры с диазометаном [2], которое проанализировали на
газожидкостном хроматографе при 118°. Установили наличие в эфирном масле
следующих свободных кислот: уксусной, пропионовой, масляной,
валериановой, капроновой, каприловой, пеларгоновой и каприновой. Фенолов
не обнаружили.

504 М. И. Горяев и др.
Эфирное масло (9 г), освобожденное от кислот и фенолов,
разгоняли в вакууме на фракции: 1 — 1,24 г; 14%, т. кип. 40° (5 мм); 2 — 2,87 г,
32%, т. кип. 60—80° (5 мм); остаток — 4,8 г, 53%.
Первая и вторая фракции представляют собой, терпеновые
углеводороды, которые анализировали на газожидкостном хроматографе при
температуре 90°. Идентифицировали следующие углеводороды (см.
рис. \а) (в % к целому маслу): а-пинен — 2,0, камфен — 4,5, р-пинен—
1,1, сабинен — 1,1, а-терпинен — 0,3, лимонен — 1,0, цинеол — 25,
¦у-терпинен — 1,0, и я-цимен — 7,0. Такие углеводороды, как
а-терпинен и у-терпинен, идентифицировали по времени удерживания и по
возрастанию соответствующих пиков при введении чистых веществ в пробу
масла. Остальные углеводороды выделили препаративно, для них сняли
ИК-спектры и определили физико-химические константы, которые
согласуются с литературными данными [5].
Остаток представляет собой смесь кислородсодержащих
соединений, сесквитерпеновых углеводородов и смол. Для разделения
углеводородов от кислородсодержащих соединений фракцию 3 пропускали
через колонку, наполненную окисью алюминия (акт. II ст. по Брокма-
ну, в соотношении 1 : 100), проэлюировали последовательно петролей-
ным эфиром и спиртом. Фракция, вымытая петролейным эфиром (2,6 г),
представляет собой сесквитерпеновые углеводороды. Ее анализировали
на хроматографе при температуре 150°. Сравнением относительного
времени удерживания с литературными данными [3] идентифицировали
следующие углеводороды (см. рис. \б) (в % к целому маслу): илан-
ген — 0,59, лонгициклен — 1,68, а-сантален — 0,7, лонгифолен — 1,9,
епи-р-сантален — 5,9, р-сантален — 0,2, а-химахален — 3,0, у-бизабо-
лен — 2,5, б-кадинен — 3,4, у-кадинеи — 0,6, каламенен — 0,3.
Эфирное масло полыни желтой имеет желто-коричневый цвет,
приятный запах и следующие физико-химические константы: п^ 1,5090,
кислотное число 1,8, эфирное число 32,7. Выход масла 1,4%.
Эфирное масло (12 г), освобожденное от фенолов и кислот,
перегоняли на фракции: 1 — 3,09 г, 25%, т. кип. 52—56° (10 мм); 2 — 1,5 г„
12,5%, т. кип. 58—60° (10 мм), остаток 7,3 г, 60,8%.
Первую и вторую фракции анализировали на газожидкостном
хроматографе при температуре 92° и идентифицировали следующие
компоненты (см. рис. 2а) (в % к целому маслу): а-пинен — 6,1, камфен —
следы, р-пинен — 11,6, А3-карен — 3,6, лимонен — 5,0, цинеол — 8,1,
¦у-терпинен — 3,0, л-цимен — 2,0. Третью фракцию хроматографирова-
ли на окиси алюминия. Элюировали последовательно петролейным
эфиром, бензолом, спиртом.
В петролейной фракции после отгонки растворителя остались
сесквитерпеновые углеводороды, которые анализировали при температуре
150°. Идентифицировали следующие углеводороды (см. рис. 26) (в % к
целому маслу): иланген — 0,5, а-гурьюнен —¦ 0,3, а-бергамотен — 1,75,
р-гурьюнен — 0,7, р-бергамотен — 1,0, кариофиллен — 1,5, р-гумулен —*.
1,1, а-гумулен — 0,9, р-бизаболен — 0,9, б-кадинен — 3,0.
ВЫВОДЫ
1. Исследован химический состав углеводородной фракции эфирных
масел полыней ксерофитной и желтой, произрастающих в Монголии.
2. В эфирных маслах полыни ксерофитной обнаружено 26
углеводородов, из которых идентифицировано 22, полыни желтой — 27 углево*
дородов, из них идентифицировано 18.

Моно- и сесквитерпеноиды живиц кедра 505
ЛИТЕРАТУРА
[1] В. И. Грубов. Конспект флоры МНР. М.—Л. (1955). [2] Organic Synthesis,
2, 165 (1943). [3] С. Ishwar, Nigam and Leo Levi. J. Chromatogr., 23, 217
(1966). [4] К- А. Гольберт, М. С. Вильдергауз. Курс газовой хроматографии.
М„ 245 (1967). [5] М. И. Г о р я е в, И. П л и в а. Методы исследования эфирных
масел. Алма-Ата, 231 (1962).
Институт химических наук Поступило
АН КазССР 25. II 1980 г.
Алма-Ата
УДК 547.595.9
МОНО- И СЕСКВИТЕРПЕНОИДЫ ЖИВИЦ
PINUS KORAIENSIS И P. PUMILA
КРИСТАЛЛИЧЕСКАЯ СТРУКТУРА
1р,4аН,7аН,10рН-ГВАИАН-5а,14-ДИОЛА
В. А. Хан, Ю. В. Гатилов, Ж. В. Дубовенко, В. А. Пентегова
Ранее мы сообщали о составе моно- и сесквитерпеновых
углеводородов живиц кедра корейского (Pinus koraiensis Sieb. at Zucc.) [1]
и кедра стланникового (Pinus pumila (Pall.) R g 1., о. Сахалин) [2].
В настоящей работе рассматриваются результаты исследования моно- и
сесквитерпеноидов живицы кедра корейского и кедра стланникового,
произрастающего на северном побережье оз. Байкал.
В живице кедра корейского, кроме ранее выделенных а-лонгипине-
на, лонгифолена, кариофиллена, а-гумулена, Y-кадинена, у_мУРОлена и
кадалина, идентифицировали б-кадинен, а-муролен, р-фарнезен, -уэле"
мен, у-аморфен, а-кадинен, е-муролен, р-бизаболен, циклосативен, кала-
менен и калокорен. Основными компонентами фракции
сесквитерпеновых углеводородов являются кариофиллен (25%), р-бизаболен (15%)
и лонгифолен (14%).
Из окисленных моно- и сесквитерпеноидов в живице кедра
корейского идентифицировали а-терпинеол, терпинеол-4, борнеол, линалоол, пи-
нокамфеол. пинокарвеол, пинан-1-ол, сабиненгидрат, а-терпенилацетат,
борнилацетат, 6-кадинол, бизаболол, кубебол, эпикубебол, зпикубенол и
корайол (I) — сесквитерпеновый спирт с новым типом углеродного
скелета. Структуру последнего определили методом рентгеноструктурного
анализа [3]. "Бизаболол — основной компонент фракции окисленных
моно- и сесквитерпеноидов. По данным газожидкостной и тонкослойной
хроматографии установили наличие в небольших количествах еще
нескольких спиртов, из которых мы выделили три неидентифицированных
сесквитерпеновых спирта, обозначенных А, В и С.
Спирт А — лабильное сесквитерпеновое соединение (мол. вес. 220)
с двумя двойными связями: трехзамещенной (5,56 м. д., 1Н) и экзоцик-
лической (4,72 м. д., 2Н; \>=890, 3080 см-1). Спектральные данные
говорят о наличии третичной гидроксильной (3605 см-1) и трех метильных
групп (1,0 м. д., дублет, J = 7 Гц, 6Н; 1,22 м. д., ЗН). При гидробориро-
вании — окислении спирта А получили смесь продуктов, из которой
хроматографией выделили ранее не описанный 1р,4аН,7аН,10рН-гвай-
ан-5а,14-диол. Структуру (2) и конформацию (рис. 1) этого диола
определили методом рентгеноструктурного анализа.

506
В. А. Хан и др.
12
(2)
Спирт В также принадлежит к группе сесквитерпеновых спиртов
(мол. вес 222). ИК- и ПМР-спектры показывают наличие третичной
гидроксильной (3610 см-1) и вторичной метальной групп (0,82 м. д., ЗН,
I
дублет, J = 5,5 Гц), фрагмента СН3—С—ОН (1,18 м. д., ЗН) и экзоцик-
• С8 сэ сш
1А
Рис. 1. Конформация молекул 1р. 4аН, 7яН, ЮР Н-гвайан-5а, 14-диола.
лической двойной связи (4,61 м. д., 2Н, v=890, 3080 см-1).
Спирт С (мол. вес 220) содержит две экзоциклические двойные
связи (4,75 м. д., 2Н; 4,92 м. д., 1Н; 5,02 м. д., 1Н; v=890, 910, 3080 см-1),
геминальные метильные группы (1,0 м. д., 6Н; 1360, 1374 см-1) и
третичную гидроксильную группу (3610 см-1).
Живица кедра стланникового с северного побережья оз. Байкал по
составу моно- и сесквитерпеновых углеводородов отличается от
исследованной нами ранее живицы данного вида хвойных, собранной на
о. Сахалин [2]. Так, в новой живице отсутствует а-туйен, значительно
меньше р-фелландрена и несколько увеличилось содержание а-пине-
на — доминирующего компонента фракции монотерпеновых
углеводородов.
Сесквитерпеновые углеводороды этих живиц отличаются главным
образом присутствием в исследуемой живице а-бизаболена. Кроме
него, в этой фракции идентифицировали циклосативен, лонгициклен,
лонгифолен, сибирен, кариофиллен, у"элемен, сс-гумулен, а-муролен,
б-, у-кадинены, р-бизаболен, ар-куркумен, калокорен. Основными
компонентами сесквитерпеновых углеводородов являются лонгифолен
(34%), а-бизаболен (30%) и р-бизаболен (14%).

Моно- и сесквитерпеноиды живиц кедра 507
Во фракции окисленных моно- и сесквитерпеноидов доминирует
бизаболол (42%), наряду с ним нашли кубебол и эпикубебол, корайол,
неидентифицированный спирт А, сс-терпинеол, терпинеол-4, борнеол,
борнилацетат, сабиненгидрат и линалоол. В этой фракции также
заметили лабильный спирт, при хроматографии которого в качестве
продуктов разложения выделили смесь б-, у-кадиненов.
Рис. 2. Усредненные значения длин связей и валентных
углов молекул ip, 4<xH, 7аН, КБН-гвайан-ба, 14-диола. '
Следует отметить доминирующее положение соединений бизабола-
нового ряда (а-, р-бизаболены, бизаболол) среди сесквитерпеноидов
живицы кедра стланникового с оз. Байкал.
ЭКСПЕРИМЕНТАЛЬНАЯ ЧАСТЬ
Приборы и методы см. в работе [4].
Живицу кедра корейского собрали в 1976 г. в Хабаровском крае,
живицу кедра стланникового получили с открытых карр в 1976 г. на
северо-восточном побережье оз. Байкал.
Для хроматографии использовали воздушно-сухой силикагель или
силикагель, импрегнированный 10% AgN03(Si02 + AgN03),
активированный в течение 3 ч при 100°. При хроматографии углеводородов на
Si02 в качестве элюента применяли петролейный эфир, на SiC>2 +
+AgN03 — петролейный эфир с добавкой 2—10% диэтилового эфира.
Из 1 кг живицы кедра корейского получили 162 г (16%) монотер-
пеновых углеводородов, 7,1 г (0,7%) сесквитерпеновых углеводородов
и 8,3 г (0,8%) окисленных моно- и сесквитерпеноидов, из 1 кг живицы
кедра стланникового — 142 (14%), 8,7 (0,9%) и 6,2 г (0,6%)
соответственно.
Состав монотерпеновых углеводородов определяли методом ГЖХ.
Во фракции монотерпенов живицы кедра стланникового нашли а-пинен
5-141

508 В. А. Хан и др.
(90,4%), р-пинен (2,9%), камфен (3,5%), мирцен (0,5%), лимонен
(0,6%), р-фелландрен (1,0%). Терпинолен, 3-карен, у-терпинен и п-ци-
мол обнаружили в следовых количествах.
Сесквитерпеновые углеводороды кедра корейского (3 г)
хроматографией на Si02 + AgN03 (100 г) разделили на фракции 1 (0,6 г),
2 (1,2 г), 3 (0,26 г) и 4 (1,2 г).
Препаративной ГЖХ из фракции 1 получили лонгифолен, сс-лон-
гипинен, б-кадинен и а-муролен.
Хроматографией фракции 2 (1,2 г) на БЮг (40 г) выделили р-биза-
болен (0,34 г), Y-кадинен (0,06 г) и у-муролен (0,08 г).
Из фракции 3 (0,24 г) хроматографией на S1O2 (15 г) выделили
р-фарнезен.
Хроматографией фракции 4 (1,2 г) на Si02 (40 г) получили карио-
филлен (0,6 г) и а-гумулен (0,18 г).
И1\-спектры выделенных соединений идентичны приведенным в
литературе [5]. ПМР-спектры совпадали со спектрами заведомых
образцов.
Минорные компоненты идентифицировали по относительным
временам удерживания на капиллярных колонках (ГЖХ).
Из фракции сесквитерпеновых углеводородов кедра стланникового
препаративной ГЖХ выделили лонгифолен, а-бизаболен и р-бизаболен.
Остальные компоненты идентифицировали по ГЖХ.
Идентификация окисленных соединений. Хроматографией
окисленных моно- и сесквитерпеноидов живицы кедра корейского (8 г) на БЮг
(220 г) получили 13 фракций. Фракции 1 (0,4 г), 7 (0,41 г) и 9 (0,4 г)
хроматографировали на Si02 + AgN03 с соотношением вещества и
сорбента 1 : 30.
Из фракции 1 выделили борнилацетат (0,25 г), {al^ — 18,9° (в
чистом виде) и а-терпенилацетат (0,12 г).
Фракция 2 (0,6 г) — смесь терпинеола-4 и линалоола (8:1, ПМР).
Фракция 3 (0,32 г)—смесь терпинеола-4 и бизаболола (2:1, ПМР).
Фракция 4 (2,8 г) — бизаболол, [a]~D + 49,4° (в чистом виде).
Фракция 5 (0,35 г) — смесь бизаболола и борнеола (1 : 1,2, ПМР).
Фракция 6 (0,4 г) — борнеол, [а]" + 27,1° (с 26; СНСЦ).
Из фракции 7 выделили пинокарвеол (0,04 г), пинокамфеол (0,06 г),
смесь кубебола и эпикубебола (0,12 г) и эпикубенол (0,04 г).
Фракция 8 (0,11 г) — неидентифицированный спирт А.
ИК-спектр: 890, 1380, 1465, 1645, 3080, 3610 см-1.
Масс-спектр: 220 (М+), 202, 187, 162, 159, 147.
Из фракции 9 получили спирт А (0,08 г), пинан-1-ол (0,04 г), и
неидентифицированный спирт В (0,14 г) и С (0,10 г).
ИК-спектр соединения В: 894, 1375, 1460, 1642, 3074, 3605 см-'.
ИК-спектр соединения С: 895, 910, 1374, 1440, 1650, 3085, 3610 см-1.
Фракция 10 (0,4 г) — б-кадинол, [а]д + 28,5° (с 3,5; СНС13).
Фракция 11 (0,8 г) — а-терпинеол, [а]д° — 25,5° (в чистом виде).
Фракция 12 (0,3 г) — корайол, [а]д + 31,7° (с 22, СНС13), т. пл.
89—90°.
Фракция 13 (0,35 г) — сабиненгидрат, [a]D — 19,4° (в чистом виде).
Из окисленных моно- и сесквитерпеноидов живицы кедра
стланникового (5 г) аналогичным образом выделили борнилацетат (0,06 г),
терпинеол-4 (0,16 г), борнеол (0,11 г), а-терпинеол (0,18 г), линалоол
(0,06 г), смесь кубебола и эпикубебола (0,09 г), корайол (0,16 г),
бизаболол (2,1 г), {а]д + 57,2° (в чистом виде), б-кадинол (0,11 г),

Моно- и сесквитерпеноиды живиц кедра
509
сабиненгидрат (0,14 г) и неидентифицированный спирт А (0,04 г).
При хроматографии смеси терпинеола-4 и неизвестного соединения
(0,3 г, 2 : 1, ПМР) выделили терпинеол-4 и смесь 6-,у-кадиненов (0.07 г,
1 : 1, ПМР).
ИК- и ПМР-спектры идентифицированных окисленных соединений
совпадали со спектрами заведомых образцов.
Гидроборирование — окисление спирта А. К 0,2 г спирта А в 2 мл
диэтилового эфира приливали 5 мл раствора диборана в ТГФ
(11 мг/мл). Смесь выдерживали при 0° 16 ч, избыток диборана
разлагали льдом, добавляли 3 мл 4 н. NaOH и 3 мл 30%-ной Н202 и
перемешивали при 40° 2 ч. Продукт реакции экстрагировали 10 мл диэтилового
эфира, смесь после отгонки растворителя (0,2 г) хроматографировали
Координаты атомов (в долях ячейки) двух кристаллографических
молекул гвайандиола (в скобках указаны соответствующие стандартные
отклонения)
Атом
С1
С2
сз
С4
С5
С6
С7
С8
С9
СЮ
СП
С12
С13
С14
С15
Ol
02
лгХЮ3
м
205(2)
309(2)
191(3)
071(3)
084(2)
—085(2)
-092(3)
016(3)
196(3)
301(3)
—271(3)
-355(2)
—367(2)
—097(3)
466(3)
158(1)
455(1)
ухю'
о л е к у л
4176(8)
4190(9)
4031(14)
3471(9)
3543(9)
3664(8)
3666(11)
4231(10)
4053(10)
4232(9)
3748(13)
4412(10)
3103(10)
3540(11)
3848(11)
2920(5)
3124(6)
ZX10*
а А
4658(11)
5513(11)
5892(14)
5406(10)
4556(9)
3915(11)
3072(11)
2938(10)
3219(14)
4096(14)
2506(11)
2593(10)
2459(13)
5487(10)
4364(11)
4407(6)
4399(8)
ь
АаХЮ
37
57
80
52
30
46
55
61
62
50
82
86
86
80
65
43
79
.ГХ103
200(2)
309(2)
188(3)
096(2)
092(2)
-081(2)
—095(3)
-001(3)
185(3)
294(3)
—281(2)
-355(2)
-306(3)
-070(2)
470(2)
175(1)
471(1)
УХ 10'
Моле!
4161(9)
4334(9)
4223(10)
3551(9)
3523(9)
3537(8)
3404(10)
3499(12)
3791(10)
4144(9)
3379(11)
4129(9)
2951(10)
3511(10)
3832(11)
2888(5)
3 36(6)
ZX1G'
с у л а Б
9699(10)
10529(11)
10939(10)
10605(9)
9738(9)
9117(10)
8277(11)
7978(11)
8298(14)
9127(13)
7753(11)
7606(10)
7023(10)
10733(11)
9470(11)
9658(6)
9705(8) '
ь
А!Х10
35
53
60
50
32
45
59
62
66
47
71
68
86
73-
54
41
72
на Si02 (8 г). Серным эфиром с добавкой 30% ацетона элюировали
1р,4аН,7аН,10рН-гвайан-5а,14-диол (0,04 г), т. пл. 91—92°.
Рентгеноструктурный анализ. Рентгеноструктурный эксперимент
проводили на приборе «Синтекс P2i», используя Mo-излучение с
графитовым монохроматором. Кристаллы гвайандиола (2) моноклинной син-
гонии, а=8,769 (2), 6 = 19,205 (5), с=18,484 (5), р = 110,98 (2°), г=8,
пр. гр. P2i/a. Интенсивности отражений измеряли с кристалла
размером 1,1X0,3X0,1 мм3 методом 2б/<о-сканирования в области 20 < 40°.
Поправки на поглощение не вводили. В расчетах использовали 1303
отражения с 1>4а из 2701 измеренного. Структуру нашли прямым
методом по модифицированной программе MULTAN [5], правильный вариант
знаков имел NQEST = —0,65. Уточнили структуру в анизотропном
приближении до R = 0,098. Координаты атомов молекул приведены в
таблице.
Элементарная ячейка состоит из двух независимых молекул
гвайандиола (2) с практически одинаковой геометрией. Конформация
молекул показана на рис. 1. Усредненные по двум молекулам значения длин
связей и валентных углов приведены на рис. 2. Геометрия молекул
обычная. Циклогептановый цикл имеет конформацию, близкую к форме
гвысг-кресла С2 (приближенная двойная ось проходит через атом Сю).
Такая форма семичленного кольца обычна для пергидроазуленовых

510 С. В. Серкеров
сесквитерпеноидов [6]. Усредненные торсионные углы в этом цикле
(>i,583> "Рад-70- ?6,v59' ?7,8~76> ^э86- 'Рд.ю-ЗЗ, ?10Д—40°) близки к
теоретически рассчитанным (соответственно 97, —76, 53, —76, 97, —41,
-41°) [7].
Пятичленный цикл, т/шнс-сочлененный с семичленным, имеет кон-
формацию конверта, в которой из плоскости С1,СЗ,С4,С5 выходит на
о
0,61 А атом С2. Подобная форма цикла довольно распространена,
например, в родственной молекуле флориленалина отклонение атома О
о
составляет 0,71 А [8].
Молекула гвайандиола (2) имеет внутримолекулярную водородную
о
связь со средним расстоянием 01—02 — 2,61 А. Помимо этого,
молекулы в кристалле связаны в бесконечные цепи вдоль оси а водородными
связями 01 •••¦02' (х — 1/2, 1/2 — у, z) длиной 2,67 А.
ВЫВОДЫ
Изучен состав моно- и сесквитерпеноидов живиц кедра корейского
и кедра стланникового.
В живице кедра стланникового среди сесквитерпеноидов
доминируют соединения бизаболанового ряда.
Определена структура 1 |3,4аН,7аН,10рН-гвайан-5а,14-диола, ранее
не описанного сесквитерпеноида, продукта гидроборирования —
окисления спирта, выделенного из обеих живиц.
ЛИТЕРАТУРА
[1] Ж. В. Д у б о в е н к о, В. А. П е н т е г о в а, Ю. Г. Тагильцев. Лесохимия
и подсочка, № 6, 11 (1976). [2] В. А. Ралдугин, В. А. Хан, Ж. В. Дубовенко,
B. А. Пентегова. Химия природ, соедин. 299 (Ю76). [3] В. А. Хан, Ю. В. Г а т и-
л о в, Ж- В. Дубовенко, В. А. Пентегова. Химия природ, соедин., 652 (1979).
{4] J. A. Weninger, R. L. Yates, M. D о 1 i n s k у. J. А. О. А. С, 50, 1304 (1967);
J. A. Weninger, R. L. Yates.. J. А. О. А. С. 53, 949 (1970). [5] Ю. В. Г а т и л о в,
C. В. Борисов, Ж- В. Д у б о в е н к о, Э. Н. Шмидт. Ж. структур, химии,
20, 504 (1979). ,[6] А. Т. McPhail, G.A.Sim. Tetrahedron, 29,1751 (1973). [7]
J. В. Hendrickson. J. Amer. Chem. Soc, 89, 7036 (1967). [8] A. T. McPhail,
I. D. On an. J. Chem. Soc. Perkin II, 492 (1975).
Новосибирский институт органической химии Поступило
Сибирского отделения АН СССР 18. III 1980 г.
УДК 547.913
СТЕРЕОХИМИЯ ЭВДЕСМАНОЛИДОВ FERULA OOPODA
С. В. Серкеров
Ранее сообщалось об установлении строения эвдесманолидов
бадхызинина [1], бадхызидина [2], ооподина и дегидроооподина [3], окси-
лактона [4] и фероподина [5], выделенных из смолы корней Ferula oopo-
da (В о i s s. e t В u h s е.) В о i s s. В настоящей статье приводятся
результаты исследования стереохимии указанных эвдесманолидов.
Окисное кольцо в молекуле бадхызинина (I), по-видимому, имеет
а-ориентацию. Об этом свидетельствуют константы спин-спинового
взаимодействия (КССВ) протонов окисного кольца в ЯМР-спектре, снятом
в бензоле: Н-3, дублет, б 3,25 м. д., J = 3 Гц; Н-2, квартет, б 3,43 м. д.,
Ji=5 Гц, J2=3 Гц. Сигналы этих протонов в спектрах бадхызинина и

Стереохимия эвдесманолидов ферулы 511
бадхызидина (II), снятых в CDC13, налагаются [1, 2], поэтому
рассмотреть структуру сигналов Н-2 и Н-3 по отдельности не удается. Лишь
снятие спектра в бензоле дает возможность определить мультиплетность
и константы спин-спинового взаимодействия. Следует также отметить,
что сигналы протонов при сложноэфирных группах у С-1 в ЯМР-спект-
рах бадхызинина и бадхызидина, снятых в CDC13, проявляются в виде
мультиплетов. Дополнительно расщеплены сигналы винилметильных
групп и винильного протона сложноэфирной группы, экзоциклического
метилена при С-4 и протона при С-5, что, по-видимому, происходит за
счет дальнего спин-спинового взаимодействия протонов [1].
В ЯМР-спектрах, снятых в бензоле, сигнал протона при С-1
обнаруживается в виде дублета при 4,49 м. д. с константой спин-спинового
взаимодействия 5 Гц, что указывает на а-ориентацию сложноэфирной
группы в молекуле как бадхызинина, так и бадхызидина.
Ориентация ангулярной метильной группы в I, вероятно, такая же,
I
как у СНз—С—группы ериванина [6], алханина, алханола [7] и др.
I
Этот вывод сделан на основании того факта, что сигнал указанной
группы бадхызинина в ЯМР-спектре, снятом в бензоле, сдвигается в сторону
сильного поля (по сравнению со спектром, снятым в дейтерированном
I
хлороформе) на столько же, на сколько сигналы СН3—С—групп сра-
i
впиваемых лактонов (м. д.):
Соединение CDCl3 CSHS До=осос,з — Всл
Бадхызинин 0,84 0,40 0,44
Бадхызидин 0 86 0,42 0,44
Диацетат ериванина 0,91 0,51 0,40
Диацетат алханола 1,16 0,76 0,40
Результаты рассмотрения КССВ протонов при С-5, С-6, С-7
бадхызинина указывают на их транс-расположение друг относительно друга
[1]. Подобное расположение Н-5, Н-6, Н-7 также характерно для
бадхызидина, ооподина, дегидроооподина, оксилактона и фероподина [2—5].
Как указывалось ранее [2], при восстановлении боргидридом
натрия бадхызинин образует дигидропроизводное, идентичное природному
эвдесманолиду — бадхызидину, а омыление последнего приводит к де-
зангелицилбадхызидину, отождествленному как оксилактон (III) и
выделенному из корней ферулы яйцевидной. Это свидетельствует об
одинаковой конфигурации заместителей бадхызинина, бадхызидина и
оксилактона при С-1, С-2, С-3, С-5, С-6 и С-7. КССВ протонов при С-1
(6 Гц), С-5 (10 Гц), С-6 (10 и 7,5 Гц) и С-7 с протонами в вицинальном
положении в ЯМР-спектрах ооподина (IV) и дегидроооподина (V) и
диамагнитный сдвиг на 0,43 м. д. синглета ангулярной метильной
группы в спектрах, снятых в бензоле (по сравнению со спектрами в
дейтерированном хлороформе) позволяют заключить, что пространственное
расположение заместителей при С-1, С-5, С-6, С-7 и С-10 последних
такое же, как у соответствующих асимметрических центров
бадхызинина.
Известно [8, 9], что диамагнитный сдвиг, обусловленный
ароматическим растворителем (бензолом) дублета а-метильной группы при лак-
тонном цикле в эвдесманолидах, составляет 0,23±0,06 м. д., тогда как-
^-ориентированная СН3-группа сдвигается на 0,46+0,06 м. д. Для
определения ориентации метильной группы у С-11 ЯМР-спектры
бадхызинина и ооподина сняли в CDC13 и С6Н6. Так, сдвиг сигнала протонов ука-

512
С. В. Сгркеров
занной группы, вызванный ароматическим растворителем, для бадхы-
зидина — 0,26 м. д. ,ооподина — 0,27 м. д. Значения сдвигов сигналов
СНз-групп при С-11 последних позволяют полагать, что метильная
группа при С-11 в молекуле как бадхызидина, так и ооподина имеет
«-ориентацию.
Приведенные данные указывают на биогенетическое родство эвде-
сманолидов, входящих в состав смолы корней ферулы яйцевидной.
Поэтому можно предположить, что метильные группы при С-10 и С-11 в
молекуле фероподина (VI) имеют одинаковую ориентацию с
соответствующими СН3-группами бадхызидина, ооподина и оксилактона.
Данную точку зрения подтверждает ЯМР-спектр фероподина, снятый в
растворе бензола. При этом сигналы ангулярной метильной группы
(СН3—С— при С-10), и вторичной метильной группы (СН3—СН( ,
при С-11) сдвигаются в сторону сильного поля на 0,39 и 0,24 м. д.
соответственно.
1Д,Ш nr,V И
О-СНз
II I
I, II, IV, V. Ri 0-С-С=СН-СН3
III. R1 = ОН
I, V. R2=CH2
II, III, IV. R, СН3
1
ЭКСПЕРИМЕНТАЛЬНАЯ ЧАСТЬ
ЯМР-спектры сняли на спектрометре Varian HA-100D в растворах
дейтерированного хлороформа и бензола. Внутренний стандарт ТМС.
Химические сдвиги даны по б-шкале.
ВЫВОДЫ ( ]
На основании данных ЯМР-спектроскопии рассмотрены
конфигурации бадхызинина бадхызидина, оксилактона, ооподина, дегидроооподи-
на и фероподина.
ЛИТЕРАТУРА
[1—5] С. В. С ер к ер о в. Химия природ, соедин., 590 (1971); 176 (1972); 63
(1972); 392 (1976); 667 (1971). [6] Z. Samek, М. Н о 1 u b, N. Noirov e. a. Coll.
Czehosl. Chem. Commun., 40, 2676 (1975). [7] С. В. Серкеров. Химия природ,
соедин., 326 (1979). [8] С. R. Narayanan, N. К. Venkatasubramaniam.
J. Org. Chem., 33, 3156 (1968). [9] W. H e r z, P. S. S u b r a m a n i a m, T. A. G e i s-
sman. J. Org. Chem., 33, 3743 (1968).
Институт ботаники им. В. Л. Комарова Поступило
АН АзССР 11. I 1980 г.
Баку

Тритерпеноиды листьев березы 513
УДК 581.192 + 547.914
ТРИТЕРПЕНОИДЫ ИЗ ЛИСТЬЕВ BETULA LANATA
Н. Д. Похило, Г. В. Малиновская, В. В. Маханьков, В. Ф. Ануфриев,
Н. И. Уварова
Продолжая H3yqeHHe неомыляемой части эфирных экстрактов
листьев дальневосточных видов берез, из Betula lanata мы выделили пять
тритерпеноидов даммаранового ряда (I—V в порядке увеличения
полярности).
В ИК-спектре тритерпена I наблюдаются две полосы валентных
колебаний гидроксильной группы при 3567 и 3621 см-1. В ПМР-спектре I
проявляются сигналы протонов восьми третичных метальных групп в
области 0,84—1,21 м. д., а в слабом поле — сигнал карбинильного
протона у С-3 при 3,32 м. д. (1Н, триплет, J<4 Гц) и сигнал при 3,66 м. д.
(1Н, триплет), соответствующий протону у С-24. Масс-спектр
соединения I содержит фрагменты с пг/е 143 (100%), 125 и 59, характерные для
боковой цепи в виде замещенного тетрагидрофуранового цикла [1];
По физико-химическим свойствам и спектральным данным тритер-
пен I соответствует 3-эпиокотиллолу, выделенному ранее из пыльцы
Betula platyphylla var. japonica [2],
Окислением соединения I получили окотиллон VII, восстановление
и последующее ацетилирование которого дало окотиллол VIII и 3-ОАс-
окотиллол IX соответственно. Спектральные данные и
физико-химические свойства окотиллона и его производных VII—IX соответствуют
литературным [2, 3],
В основной концентрации в неомыляемой части эфирного
экстракта листьев находится тритерпен V (11%). В ИК-спектре V
наблюдаются три полосы валентных колебаний гидроксильной группы при 3450,
3570 и 3600 см-1.
Фрагментация в масс-спектре тритерпена V аналогична
фрагментации в масс-спектре тритерпена XII — 20(5),24(К)-эпоксидаммаран-
Зр,11а,25-триола, выделенного нами ранее из листьев Betula ermanii
[4, 5]. Это позволило предположить, что тритерпен V является эпимером
указанного соединения XII. Предположение подтверждается данными
ПМР-спектра тритерпена V. В области 0,87—1,20 м. д. наблюдаются
сигналы протонов восьми третичных метальных групп, а в слабом поле—
сигналы протона у С-24 при 3,73 м. д. (1Н, триплет), и сигнал протона
у С-11 при 3,94 м. д. (1Н, мультиплет, EJ s 26 Гц), которые совпадают с
соответствующими сигналами в ПМР-спектре тритерпена XII. И
только величина химического сдвига и константы спин-спинового
взаимодействия протона у С-3 — 3,36 м. д. (1Н, триплет, J=3 Гц)
свидетельствуют об экваториальном протоне и, следовательно, об аксиальной
а-ОН-группе у данного углеродного атома, т. е. тритерпен V является
эпимером тритерпена XII по С-3,
При окислении соединения V хромовым ангидридом в пиридине
получили дикетон X, который не давал депрессии температуры
плавления смешанной пробы с дикетоном, полученным ранее при
окислении тритерпена XII [4]. На основании этих данных для тритерпена V
предложена • структура 20(8),24(1^)-эпоксидаммаран-3а,11а,25-триола.
В ИК-спектрах тритерпенов II и III, кроме полос валентных
колебаний гидроксильных групп при 3560, 3618 и 3425, 3558, 3591 см-1,
наблюдаются полосы валентных колебаний сложноэфирного карбонила
при 1715 и 1713 см-1 соответственно. При омылении тритерпенов II и III
спиртовым раствором щелочи в обоих случаях получили тритерпен V,

514
Н. Д. Похило и др.
который не давал депрессии температуры плавления смешанной пробы
с V, выделенным непосредственно из листьев В. lanata. При сравнении
ПМР-спектров тритерпенов II и III (таблица) установили, что
соединение II является моноацетатом тритерпена V по С-11, а III —
моноацетатом по С-3.
Фишер и Зейлер [6] показали, что в листьях берез тритерпеновые
спирты содержатся не в свободном состоянии, а в виде сложных эфи-
ров. Для выделения тритерпеноидов в свободном состоянии эфирный
экстракт листьев омыляют спиртовым раствором щелочи. Появление
моноацетатов (тритерпенов II и III) в неомыляемой части эфирного
экстракта листьев В. lanata, по-видимому, объясняется тем, что
сложные эфиры, а именно ацетаты тритерпена V, полностью не омылились
в условиях Фишера и Зейлера. Для подтверждения этого предположе-
Химические сдвиги в ПМР-спектрах тритерпенов II и III
(В, м. д., относительно ТМС)
Соединение
Тритерпен II
Тритерпен III
Протоны третичных
Ме-групп
0,85 (ЗН, с),
0,95(6Н, с)
0,97 (ЗН, с),
1,00 (ЗН, с)
1.12 (6Н, с),
1,21 (ЗН, с)
0,85 (ЗН, с),
0,91 (ЗН, с)
0,96 (6Н, с),
1,06 (ЗН, с),
1.13 (6Н, с)
1,21 (ЗН, с)
Протоны
ацетатных Ме-
групп
1,96 (ЗН, с)
2,08 (ЗН, с)
с3-н
3,36
(1Н,
триплет,
/=3 Гц)
4,59
(1Н,
триплет,
У=3 Гц)
с„-н
5,12
(Ш, муль-
типлет,
2/^26 Гц)
3.91
(1Н, муль-
типлет,
?Уг22Гц)
см-н
3,71
(Ш,
триплет)
3,74 '
(Ш,
триплет)
ния получили диацетат XI, который затем омылили в условиях
Фишера — Зейлера. В результате реакции получили смесь моноацетатов II,
III (14%) и свободного спирта V (86%). Количественное соотношение
между суммой моноацетатов II и III и спиртом V, полученными после
омыления, было таким же, как и соотношение между этими веществами
в неомыляемой части эфирного экстракта листьев. Очевидно, несмотря
на то, что ацетатная группа у С-11 экваториальная, но стерически
затрудненная, а ацетатная группа у С-3 аксиальная, их скорости омыления
сопоставимы.
В ИК-спектре тритерпена IV наблюдаются три полосы валентных
колебаний гидроксильной группы при 3443, 3568 и 3599 см-1, а также
полоса валентных колебаний карбонильной группы шестичленного
цикла при 1698 см-1.
Наличие фрагментов с т/е 143 (100%), 125, 59, в масс-спектре
тритерпена IV свидетельствует о том, что его боковая цепь такого же типа,
как у тритерпенов I и V.
В ПМР-спектре соединения IV наблюдаются сигналы протонов
восьми третичных метальных групп в области 0,92—1,21 м. д., а в
области слабого поля — сигнал протона у С-24 при 3,70 м. д. (1Н, триплет)
и сигнал протона у С = 11 при 3,94 м. д. (1Н, мультиплет, 2^>20 Гц) .
Отсутствие в ПМР-спектре тритерпена IV сигнала, характерного для
карбинильного протона при С-3, позволило предположить, что кетогруп-
па находится у С-3, т. е. тритерпен IV является монокетоном тритерпена

Тритерпеноиды листьев березы 515
V по С-3. Окисление соединения IV хромовым ангидридом в пиридине
дало дикетон X, который получался при окислении тритерпена V в тех
же условиях. Таким образом, для тритерпена IV предложена структура,
20(5),24(К)-эпоксидаммаран-11а,25-диол-3-она.
ОН _
ОН ОН
I. R=< II. Rt=<( ,
Н Н
ОАс ОАс
VI. R=<^ III. R1=^
Н Н
VII. Д = 0
IV. /?1 = 0,
ОН ОН
VIII. R=<f V. R1==<^
• -. ';.:« Н
ОАс
IX. /?=<f X. R1 = 0,
чн
ОАс
: XI. Rj = ' ,
Н
XII. R1 =
/ОН
н
R2—\
*>=Ч.
R2='
R2=\
ОАс
/
\
Н
он
/
\
н
он
н
он
У
\
н
/?2 = 0
ОАс
R2=\
R2=<
н
/ОН
ч
н
ЭКСПЕРИМЕНТАЛЬНАЯ ЧАСТЬ
ИК-спектры записали на спектрофотометре Spekord 751 R в
растворе СНС1з, масс-спектры — на спектрометре LKB 9000 при
ионизирующем напряжении 70 эВ. Спектры ПМР получили на приборе НХ-90 Е
«Bruker» с ТМС в качестве внутреннего стандарта. Химические сдвиги
выражены в шкале 8.
Для хроматографии использовали силикагель марки КСК.
Индивидуальность веществ контролировали тонкослойной хроматографией на

516
Н. Д, Похило и др.
силикагеле в системах: 1) бензол — этанол, 10 : 1, 2) гексан — ацетон,
2: 1, и 3) хлороформ — этанол, 10 : 1. Для обнаружения тритерпенов
на хроматограммах использовали 10%-ный раствор H2S04 в метаноле.
Данные элементного анализа всех соединений отвечали
вычисленным.
Выделение тритерпенов I—V. 10 кг воздушно-сухих листьев В. 1а-
nata, собранных 6 июля 1978 г. в окрестностях Владивостока,
обработали по Фишеру — Зейлеру [6]. Получили, 70 г неомыляемой части
эфирного экстракта, которую хроматографировали на силикагеле, элюируя
системой растворителей гексан — ацетон. В системе гексан — ацетон,
45: 1, получили тритерпен I, 35 : 1 — II, 30 : 1 — III, 16 : 1 — IV,
8 : 1 — V.
Тритерпен I, 3,6 г С3оН52Оз, т. пл. 160—162 (ацетон), [а]" + 18,5»
(с 1,0; хлороформ). Масс-спектр: т/е 445 (М+—СН3), 401 (М+—С3Н70),
383 (М+—СзН70—Н20), 143 (100%), 125, 59 *(С3Н70).
Тритерпен II, 1,2 г, С32Н5405, т. пл. 176—178° (гексан — ацетон),
Но+ 5,3° (с 1,0; хлороформ). Масс-спектр: т/е 503 (М+—СН3), 500
(М+—Н20), 485 (М+—СН3—Н20), 459 (М+—С3Н70), 143 (100%),
125, 59 (С3Н70).
Тритерпен III, 0,1 г, Сз2Н5405, т. пл. 198—200° (гексан — ацетон),
[а]^ — 6,2° (с 0,5; хлороформ). Масс-спектр: М+ 518, т/е 503
(М+—СНз), 500 (М+—Н20), 485 (М+—СН3—Н20), 482 (М+—2Н20),
143 (100%), 125, 59 (С3Н70).
Тритерпен IV, 1,3 г, Сз0Н50О4, т. пл. 90—97° (ацетон), [а]^0 + 75,4°
(с 1,0; хлороформ). Масс-спектр: М+ 474, т/е 459 (М+—СН3), 456
(М+—Н20), 441 (М+—СНз—Н20), 438 (М+—2Н20), 143 (100%), 125,
59 (С3Н70).
Тритерпен V, 8 г, Сз0Н52О4, т. пл. 159—160° (гексан), [а]" + 15,6°
(с 1,0; хлороформ). Масс-спектр: т/е 461 (М+—СН3), 443 (М+—
СНз—Н20), 440 (М+—2Н20), 143 (100%), 125, 59 (С3Н70).
Ацетилирование I. 418 мг I растворили в 6 мл пиридина и
прибавили 3 мл уксусного ангидрида. Смесь оставили на ночь при 20°. После
обычной обработки получили 380 мг соединения VI, т. пл. 136—137°
(гексан), [а]2° —1,5° (с 1,0; хлороформ). ИК-спектр: 3564, 3305 (О—Н),
1711 (—ОСОСНз), см-1. ПМР-спектр: 0,83 (ЗН, с), 0,86 (ЗН, с), 0,88
(ЗН, с), 0,91 (ЗН, с), 0,96 (ЗН, с), 1,12 (ЗН, с), 1,13 (ЗН, с), 1,20 м. д.
(ЗН, с) — протоны г/?ег-Ме-групп, 2,08 м. д. (ЗН, с) — протоны
ацетатной Ме-группы, 4,62 м. д. (1Н, триплет, J=3 Гц, С3—Н), 3,72 м. д. (1Н,
триплет, С24—Н). Масс-спектр: М+ 502, т/е 487 (М+—СН3), 442 (М+—
АсОН), 143 (100%), 125, 59.
Окисление I. 739 мг I в 10 мл пиридина прибавили к 1,31 г Сг03 в
15 мл пиридина. Окисление продолжали 1 сут при 20°. После обычной
обработки получили 650 мг окотиллона VII, т. пл. 160—163° (метанол),
[а]2^ 4-62,2° (с 1,0; хлороформ). ИК-спектр: 3570 (О—Н),, 1697
(С=0) см-1. ПМР-спектр: 0,88 (ЗН, с), 0,94 (ЗН, с), 0,99 (ЗН, с), 1,04
(ЗН, с), 1,08 (ЗН, с), 1,13 (ЗН, с), 1,21 (ЗН, с), 1,44 м. д. (ЗН, с) —
протоны г/?ег-Ме-групп, 3,74 м. д. (1Н, триплет, С24—Н). Масс-спектр:
т/е 445 (М+—СН3), 440 (М+—Н20), 425 (М+—Н20—СН3), 399 (М+—
С3Н70), 143 (100%), 125,59 (С3Н70).
Восстановление VII. 183 мг VII в 8 мл изопропилового спирта
прибавили к 350 мг NaBH4 в 8 мл изопропилового спирта. Смесь оставили
на ночь при 20°. В результате реакции получили 170 мг окотиллола VIII,

Тритерпеноиды листьев березы
517
т. пл. 196—198° (ацетон), [a]D + 35,2° (с 0,5; хлороформ). ИК-спектр:
3556, 3605 см-1 (О—Н). ПМР-спектр: 0,77, (ЗН, с), 0,83 (ЗН, с), 0,87
(ЗН, с), 0,95 (ЗН, с), 0,97 (ЗН, с), 1,12 (6Н, с), 1,21 м. д. (ЗН, с) —
протоны трет-Ме-групп, 3,73 (1Н, триплет, С24—Н), 3,13 м. д. (1Н,
квартет, Ja,a=10 Гц, Ja,e = 6 Гц, С3—Н). Масс-спектр: т/е 445 (М+—СН3),
401 (М+—С3Н70), 383 (M+—С3Н70—Н20), 143 (100%), 125, 59
(С3Н70).
Ацетилирование VIII. 112 мг VIII растворили в 1,5 мл пиридина и
прибавили 0,8 мл уксусного ангидрида. Смесь оставили на ночь при 20°.
Получили 98 мг IX, т. пл. 256—258° (гексан — ацетон), [а]д + 43,6°
(с 0,5; хлороформ). ИК-спектр: 3556 (О—Н), 1718 см-1 (—ОСОСН3).
ПМР-спектр: 0,87 (9Н, с), 0,95 (ЗН, с), 1,13 (ЗН, с), 1,21 (ЗН, с),
1,26 м. д. (6Н, с) — протоны трет-Ме-групп, 2,04 м. д. (ЗН, с) —
протоны ацетатной Ме-группы, 3,73 (1Н, триплет, C2i—Н), 4,51 м. д. (1Н,
квартет, Ja,a=14,9 Гц, Ja,e = 5,8 Гц, С3—Н). Масс-спектр: т/е 487
(М+—СНз), 484 (М+—Н20), 443 (М+—АсОН), 427, 383 (М+—АсОН—
—Н20), 143 (100%); 125, 59 (С3Н70).
Омыление II. 100 мг II в 14 мл 1 н. спиртового раствора КОН
нагревали с обратным холодильником 2 ч. После обычной обработки
получили 93 мг V, т. пл. 158—160° (гексан), которое не давало депрессии
температуры плавления в пробе смешения с V, выделенным
непосредственно из листьев В. lanata.
Омыление III. 40 мг III в 6 мл 1 н. спиртового раствора КОН
нагревали с обратным холодильником 2 ч. Получили 36 мг V, т. пл. 158—160°
(гексан), которое не давало депрессии температуры плавления в пробе
смешения с V, выделенным из листьев В. lanata.
Окисление IV. 70 мг IV в 1 мл пиридина прибавили к 125 мг Сг03
в 1,5 мл пиридина. Окисление продолжали 1 сут при 20°. В результате
реакции получили 60 мг X, т. пл. 173—175° (гексан), которое не давало
депрессии температуры плавления в пробе смешения с заведомым
образцом X.
Окисление V. 70 мг V в 1 мл пиридина прибавили к 125 мг Сг03 в
1,5 мл пиридина. Окисление продолжали 1 сут при 20°. Получили 65 мг
X, которое не давало депрессии температуры плавления в пробе
смешения с заведомым образцом X.
Ацетилирование V. 250 мг V растворили в 4 мл пиридина и
прибавили 2 мл уксусного ангидрида. Смесь оставили на ночь при 20°. После
обычной обработки остаток хроматографировали на силикагеле
системой гексан — ацетон (40 : 1). Получили 29 мг II, т. пл. 175—177°
(гексан — ацетон), и 200 мг однородного некристаллического вещества XI;
[а]™ -6,6° (с 0,5; хлороформ). ИК-спектр: 3548 (О—Н), 1714 см-1
(—ОСОСНз). ПМР-спектр: 0,86 (ЗН, с), 0,90 (ЗН, с), 0,99 (6Н, с), 1,02
{ЗН, с), 1,12 (6Н, с), 1,21 м. д. (ЗН, с) — протоны трег-Ме-групп, 2,09
(ЗН, с), 1,96 м. д. (ЗН, с) — протоны ацетатных Ме-групп, 3,72 (1Н,
триплет, С24—Н), 4,59 (1Н, триплет, J<4 Гц, С3—Н), 5,16 м. д. (1Н,
мультиплет, 2J ~ 20 Гц, Сп—Н). Масс-спектр: т/е 542 (М+—Н20),
545 (М+—СНз), 501 (М+—59), 500 (М+—АсОН), 143 (100%), 125, 59.
Омыление диацетата XI. 150 мг XI в 5 мл 0,9 н. метанольного
раствора КОН нагревали с обратным холодильником 2 ч. После обычной
обработки остаток хроматографировали на силикагеле системой
гексан — ацетон (10 : 1). В результате реакции получили 15 мг смеси II и
III, а также 95 мг тритерпена V.

518 Я. В. Рашкес, Н. К. Абубакиров
ВЫВОДЫ
1. Из неомыляемой части эфирного экстракта листьев Betula lanata
наряду с 3-эпиокотиллолом (I) выделен новый тритерпен даммарано-
вого ряда — 20(5),24(Я)-эпоксидаммаран-За,11а,25-триол (V), а
также его производные — 20(5),24(Ю-эпоксидаммаран-За,11а-ОАс,25-
триол (II), 20(5),24(Н)-эпоксидаммаран-За-ОАс,11а,25-триол (III),
20(5),24(Я)-эпоксидаммаран-11а,25-диол-3-он (IV).
2. Установлено, что в листьях В. lanata тритерпеноиды находятся в
виде ацетатов.
ЛИТЕРАТУРА
[1] R. Tschesche, G. В i е г п о t h, G. S n a t z k e. Ann., 674, 196 (1964), [2]
T. Ohm о to, T. Nikaido, M. Ikuse. Chem. Pharm. Bull., 26, 1437 (1978). [3]
E. W. Warnhoff, С M. Halls. Can. J. Chem., 43, 3311 (1965). [4] Г. В.
Малиновская, H. Д. Пошло, В. В. Исаков, Н. И. У в а р о в а. Химия природ,
соедин., 587 (1978). [5] В. Л. Новиков, Г. В. Малиновская, Н. Д. Похило,
Н. И. Уварова. Химия природ, соедин., 50 (1980). [6] F. G. Fischer, N, Seller.
Liebigs. Ann. Chem., 626, 185 (1959).
Тихоокеанский институт Поступило
биоорганической химии 1. IV 1980 г.
Дальневосточного научного центра АН СССР
Владивосток
УДК 543.51+547.926
ОСОБЕННОСТИ МАСС-СПЕКТРОВ ЭКДИСТЕРОИДОВ
С РАЗЛИЧНЫМ ЧИСЛОМ OR-ГРУПП
Я. В. Рашкес, Н. К. Абубакиров
Обнаружение в растении Silene praemixta M. Pop. нескольких фи-
тозкдизонов, относящихся к подгруппе 2-дезокси-сс-экдизона [1, 2],
существенно дополнило общую картину распространения соединений
данного типа в растениях Средней Азии. К ранее обнаруженным экди-
стероидам, молекулы которых содержат семь или восемь гидроксиль-
ных групп (интегристероны А и В [3, 4]), прибавились соединения с
тремя-четырьмя оксифункциями. Необходимость всестороннего
изучения экдистероидов последней группы вытекает, например, из работы
Е. Ониши и сотр. [5], показавших, что 2-дезокси-сс-экдизоы не только
является одним из основных метаболитов а-экдизона, но и играет
самостоятельную роль в метаморфозе насекомых.
Анализ масс-спектрометрических данных имеет важное значение
для установления структуры экдизонов [6]. Основные закономерности
фрагментации этих соединений выявлены ранее [6—8]. Вместе с тем
наличие набора экдистероидов с различным числом оксифункций
позволяет нам сопоставить их спектры с целью оценки относительного
вклада каждого из основных направлений фрагментации. Кроме того,
применение масс-спектрометрии высокого разрешения открывает путь
для поиска ранее не известных реакций распада стероидного ядра и
боковой цепи экдистероидов.
Мы сравнили спектры 2-дезокси-сс-экдизона (I), его 22-моно-(П) и
3,22-диацетата (III), силеностерона (IV) [1], его 22-моно-ацетата (V),
а-экдизона (VI), 2-дезоксиэкдистерона (VII), его 3,22-диацетата (VIII),
экдистерона (IX) и его 2,3,22-триацетата (X), премиксистерона (XI) [2]
и его 3,22-диацетата (XII).

Масс-спектры экдистероидов 519
Ж-Ж
Лг
I Н
II Н
III Н
IV Н
V Н
VI ОН
VII Н
VIII Н
IX ОН
X ОАс
XI
XII
яа
ОН
он
ОАс
= 0
= 0
он
он
ОАс
ОН
ОАс
ОН
ОАс
Яз
Н
Н
Н
н
н
н
он
он
он
он
R
н
Ас
Ас
н
Ас
ы
н
Ас
Н
Ас
Н
Ас
Основные процессы фрагментации соединений I—XII. В табл. 1
приведены сведения о фрагментах, образованных путем
последовательного отщепления от М+ частиц R—ОН и СН3 (колонка 2), а также о
ключевых ионах серий а, Ъ, с (колонки 3, 5, 7). Представлены
структуры головных ионов этих серий. Ионы серий а и b — это хорошо
известные [6, 8] продукты распада по связям С-20 — С-22 и С-17 — С-20.
Ионы с — ближайшие аналоги основных ключевых фрагментов в
спектрах карденолидов [9, 10]. Их образование ранее было отмечено у
ацетатов понастерона и аюгастерона [8]. Природа частиц, перенос которых
к заряженному ( + ) либо нейтральному (—) фрагменту сопровождает
разрыв С—С-связи, указана в колонках 4, 6 и 8. Происхождение ионов,
отмеченных звездочками, подтверждено измерениями элементных
составов. За 100%-ные в данной работе приняты пики, максимальные в
интервале М+ — mje 200.
Общим свойством спектров 2- и 20-дезоксизкдистероидов является
наличие пика молекулярного иона, отсутствующего у экдистерона IX и
его ацетата X.
Для того, чтобы проследить за изменением вклада основных
процессов фрагментации соединений I—XII с изменением числа и
положения OR-групп, мы составили табл. 2, включающую часть материала
табл. 1, в обобщенном виде. Цифровые данные табл. 2 получены как
сумма относительных интенсивностей пиков в колонках 2, 3, 5, 7 для
каждого отдельно взятого соединения в процентах по отношению к
сумме высот всех указанных в таблице пиков.

Таблица 1
Массовые числа и относительные интенсивности основных фрагментов в масс-спектрах экдистероидов I—XII
(О
О
Соединение
Ионы М+ и (M~nOR-CH3) +
1 | 2
I
II
III
IV
V
VI
448 (М+4), 430 (26)*, 415 (28),
412(22), 397(31), 379(6)
490 (М+, 6), 472(12), 412 (22)
397(41), 394(26), 379(16)
532* (М+, 1), 514(4), 499(2),
496(2), 472(3), 454(18)
439(20), 435(17), 412(4)
394(14), 379(19), 361* (4)
446 (М+, 1), 428* (14), 413 (12),
410(24), 395(30), 377(8)
488 (Мн, 1), 470(6), 452(3),
428(1) 410(16), 395(29),
392(21), 377(13)
464 (М+, 1), 446* (26), 431
(21), 428 (68), 413 (15),
410(10), 395* (6)
Ионы серии а
т\е (/, %)
3
332 (66)*
314(55)
299(32)
332(10)
331(11)
314(12)
313(11)
374 (6)*
373 (5)*
314(7)
313(11)
330(21)*
312(30)
297 (29)
330 (2)
329 (4)
312(8)
311(14)*
348 (22)*
330 (68)
315(6)
(разрыв С-20-С-22)
сопутствующие
процессы
4
+н
+ Н; -Н20
+ Н; -Н20; -СНз
+н
—
+ Н; —Н20
-Н20
+н
+ Н; —АсО'Н
-АсОН
+ Н
-Н; -Н20
+ Н; -Н20; -СН3
+н
—
+ Н; -Н20
-Н20
+н
+ Н; -НаО
+ Н; -Н20; -СНз
Ионы серии
т\е (/, %)
5
303 (5)
285(23)*
284 (23)*
303(10)
302(11)
285 (47)
284(94)
345 (3)
344 (5)
327(37)
326(80*)
267 (42)
266(48)
283(41)*
282 (49)*
301 (10)
300 (13)
283 (39)
282 (57)*
281 (20)*
300(100)*
Ь (разрыв С-17-С-20)
сопутствующие процессы
6
_—.
—н2о
-Н30; -Н
—
—н
—н3о
—Н: —Н20
—н
-н2о
—Н; Н2 О
—Н20; АсОН
—Н; -Н20; АсОН
-Н20
-Н20: -Н
—
— Н
-н2о
—Н; -Н20
—2Н; -НаО
-НаО; —Н
Ионы серии
С-13-
т/е (/, %)
7
234(100)*
233 (63)*
215(16)
234(95)
233(100)
276 (89)*
275 (86)*
216(100)*
215(99)
233 (100)*
232 (75)
231 (50)
232 (100)*
231 (92)*
250 (20)*
249(15)
231 (6)
с (разрывы С-8—С-14;
С-17; С-13-С-14)
сопутствующие процессы
8
+н
—
-н2о
+н
—
+н
—
+ Н(—АсЭН)
-АсОН
+2Н
+н
—
чн
—
-т-Н
—
-н2о
to
"а
a
S
И*
о»
<*:
о»
a
с
"а
о

Продолжение табл. 1
VII
VIII
IX
XI
XII
464 (М+, 1), 446* (3), 428(10)
413(8), 410(14), 395(6),
392(6), 377(5)
548* (М+; 0,2), 53i)(0.5),
515(1), 5'2(0,5), 497(2),
488(2), 470(15). 455(10),
452(33), 437(22)
480 (М+. 0), 462* (6), 444(14),
429(11), 426(40), 411(4),
408(11), 393* (4)
606 (М+, 0), 528(33),
510(100), 495(88),
492(13), 477(10)
448* (М+, 2), 430(33),
415(12), 412(22), 397(15),
379* (7)
532(М+, 6), 517(3), 514(10),
496(3), 472(45), 457(28J,
454(100), 439(10), 436(15),
412(27), 394(94), 379(28)
347 (35)*
329(100)
312(33)*
311(28)*
297(14)
389 (80)*
371 (45)
329 (80)
311(100)
363 (28)
345(100)
344(99)
328 (55)
327 (60)
313(6)
310(9)
447(9)
430 (8)
429 (6)
387(10)
327(11)
309(12)
332(15)*
314(16)
299(10)
374(31)*
373(29)
314(49)
313(30)
-н2о
+ Н; —2Н30
-2Н30
2Н20; -СН3
—Н20
—АсОН
_Н20; —АсОН
-н2о
—Н; -Н20
4-Н; — 2Н20
—2Н20
+ Н;—2Н20;-
+ Н; —ЗН30
-СН:
-НпО
ЧН;
-н2о
—2АсОН
—2АсОН
-АсОН; —Н20
+н
+ Н; -Н20
4-Н; —Н20; -
+Н _
4-Н; —АсОН
-АсОН
-СНс
303 (9)
302(11)*
285(30)
284(35)
327 (23)
326(18)
301 (25)
300(48)
285(23)
267(19)
404 (3)
385 (27)
303 (13)
285(21)*
284(13)*
345(46)
327 (20)
326 (23)
267(25)
—Н
-Н; -Н20
-Н20
-Н; -Н20
-Н,0
-н2о
—Н20; -СН3
-2Н20; -СН3
Н
-Н30
-Н20
-Н20; -Н
-Н30
-Ц; -Н30
-НаО; -АсСН
234(15)
233 (15)
276 (32)*
275(11)
216 (36)
215(27)
250 (9)
249 (8)
334(35)
333(19)
274(11)
232(30)
231 (18)
234 (54)*
233 (43)*
215(48)
276(21)
275 (23)
216(66)
215(98)
+ Н
Н
4-Н; —АсОН
—АсОН
+ Н
+ н
-f-H; -АсОН
+ Н; —АсОН; -СяН20
-АсОН; —С2Н20
+ н
-н2о
+ Н _
+ Н; -АсОН
-АсОН
С
Qj
О
Ионы, составы которых определялись'
vn-x 1-И,ХГ,Л1
1-ЗШ

522
#. В. Рашкес, Н. К- Абубакиров
Из табл. 2 видно, что какой-либо закономерности в изменении
вкладов ионов (М—nOR—СН3)+ нет, за исключением тенденции к
уменьшению этой величины у 20,22-оксиэкдистероидов VII и IX.
Одновременно у этих же веществ отчетливо заметен рост суммарной
величины пиков ионов серии а, вполне оправданный для такого рода
соединений.
Наиболее выражено у исследованных фитоэкдистёроидов изменение
вкладов ионов серии с. 2,20-Дидезоксиэкдистероиды I, IV, XI
характеризуются наибольшими величинами. В спектре 20-дезоксиэкдистероида
VI эта величина резко уменьшается и становится наименьшей у 20,22-
оксиэкдистероидов VII и особенно IX. Отмеченная закономерность
Таблица 2
Суммарные относительные вклады основных процессов
фрагментации экдистероидов I—XII, %
Соединение
(M-/tOR-CH3) +
а
b
с
Экдистероиды
I
IV
VI
VII
IX
XI
II
III
V
VIII
X
XII
23,3
18,0
38,3
12,7
14,6
28.1
Ацетаты эк
23,5
14,9
20,0
15,9
42,8
44,5
30,4
16,6
25,0
58,6
58,0
12,6
дистерои
8,4
4,0
6,2
55.2
23,7
16,7
10,2
18,7
26,0
21,2
24.7
14,5
цов
31,0
29,6
31,0
9,8
8,2
13,8
36,1
46,7
10,7
7.5
2.7
44,8
38,1
51.5
42,8
19,1
25,3
25,0
хорошо укладывается в рамки концепции о повышении роли скелетных
разрывов с ростом устойчивости молекулярных ионов [11].
Что касается ацетильных производных, то закономерное изменение
вклада ионов серии с в их спектрах проявляется не столь сильно, хотя
уменьшение этой величины хорошо заметно у 20-окси-22-ацетоксиэкди-
стероидов VIII и X. Ее низкое значение у ацетата премиксистерона
(XII) можно объяснить целым рядом причин, в основе которых лежит
прежде всего отличное от других соединений положение двойной связи.
Вместе с тем, величина вклада ионов с у данного соединения
существенно превышает соответствующие величины ионов серий а и b (см.
табл. 2).
Анализ данных табл. 2 позволяет сделать и другие выводы. При
переходе от экдистероидов к ацетильным производным (исключение
составляет опять-таки пара XI, XII) заметна тенденция к уменьшению
значимости процесса распада по типу а, особенно наглядная у 2,20-ди-
дезоксиэкдистероидов I, IV и II, III, V). Это явление объясняется
присутствием 22-ацетоксигруппы, создающей некоторое препятствие
распаду по С-20—С-22. Одновременно по сравнению с соответствующими
неацетилированными образцами в спектрах ацетатов 2,20-дидезокси-
экдистероидов происходит увеличение, а у 20-окси-22-ацетоксисоедине-
ний — уменьшение вклада ионов серии Ь.
Обращает на себя внимание и качественное изменение процесса
образования ионов этой серии у 2-дезоксиэкдистероидов. В спектрах
всех указанных соединений, за исключением силеностерона IV,
содержатся пики фрагментов, возникших в результате простого разрыва свя-

Масс-спектры экдистероидов
523
зи С-17 — С-20, тогда как 2-оксиэкдистероиды VI и IX
характеризуются стабилизацией фрагментов серии b только после сопутствующего
отрыва Н и Н20 [6, 8, 13] (см. табл. 1).
Отметим также интересную особенность ацетатов 20,22-оксиэкди-
Таблица 3
Элементные составы и происхождение некоторых фрагментов
в масс-спектрах экдистероидов
Массовое
число, т\е
Элементный
состав
Происхождение фрагмента
420
361
343
263
193
504
426
403
366
400
341
261
418
388
377
372
354
279
342
336
520
460
401
383
378
341
358
357
352
361
343
277
263
507
495
^,
С2еН«04
Q2H33O4
С22Н3103
СиНззОз
QiHi7Oa
С28П42О3
С24Н35О5
СзбНзвО
С2бН«>Оз
С22Н2903
ClsH2i03
C2eH4204
С24Нзб04
Q2H3305
С23Н3204
C23H30O3
Q6H23O4
Q2H30O3
Q3H28O2
С30Н48О7
С28Н44О 5
С24Н3305
С24П3104
C25H30O3
С22Л2903
С22Н30О4
С22Н2904
С23Н2803
С22Н3304
Q2H3103
МвНгэОг
С16Н2з03
С30Н35О7
Q9H35O7
(М—СО) +
(М—\С,Нц О) +; С-22—С-23
361—Н20
С-13—С-17; С-14 — С-15; +Н
С-11 —С-12; С-8 —С-14; +fr
(M-CJ) +
(М-СЭ—АсЭН—Н20)+
(М—С5Н„0—СН2СО)+ , '¦
426—АсОН
(М-Н20 — СО) +
(M-QH110-HaO)+
Аналог т\е 263 (I)
(М—Н20—СО) +
(М—НаО—(СНз)аСО) +
(М-С5НпО) +
(М-Н,0— (СНз)зС—ОН)+
372—Н20
Аналог т\е 263 (I)
(М-2Н2О-С5Н10О)+
(М-ЗН20-(СН з)зС-ОН)+
(М-СО) +
(М-СО—АсОН) +
(М-АсОН—С5НиО) +
401 -НаО
(М—ЗН20-АсОН-С4Н8)+
401—АсОН
(М-2Н2О-С5Н10О)+
(М-2Н20-С5НиО) +
(М-ЗН20_(СН3)3С-ОН) +
(М-С5НиО)+
361-Н20
?
Аналог т\е 263 (I)
(М—2Н20-2АсО Н—С3НГ)+;
(М—2Н20—2АсЭН-С4Н7) +;
С-24— С-25
С-23-С-24
гтепоилов VIII и X: их спектры содержат малоинтенсивные пики
фрагментов состав которых подтверждает принадлежность к серии ионов
Ь — т/е 346 (VIII) и 404 (X). Возникновению этих осколков
сопутствует миграция одного водорода в заряженный фрагмент.
6-141

524 Я. В. Рашкес, Н. К. Абубакиров
Неуниверсальные способы распада скелета. Повышение роли
скелетных разрывов с уменьшением числа OR-групп отражено и в
появлении ряда ранее не описанных типов ионов в спектрах 2- и 20-дезокси-
экдистероидов. Так, в рассматриваемом интервале массовых чисел
в спектре 2-дезокси-а-экдизона I второй по величине пик с т/е 263
имеет состав С^НгзОз. Это указывает на распад кольца D по связям
С-13 — С-17 и С-14 — С-15, что подтверждается возникновением
аналогичных фрагментов с т/е 261 и 279 в спектрах силеностерона IV и
а-экдизона VI (схема 1, табл. 3). Однако соответствующие по составу
1.153(24) HMgiftj
V!.2CS(S)
1.361(20) W. 359(11)
VI. 377(7)
13?17 f^y
14>'5 в , J L +
15ПН[;/''У^Ку^0И
0
2?3(7S) IV. 261 (30)
VI. .279(15)
(M-HjO)
1.402(32) IV.* 03 (8)
VI.41S(4)
«Jl7 -H?0
" +
OH
i^1
1-343 ?20) W.m(2H)
VL35B(11)
-(CHjJjO-OH
'.;-.
OH
X. 3S8(4) IV. 354(B)
т. иг (si
1.372(3) !V. 370(5)
VI. 388 (S)
Схема 1. Побочные направления распада 20-дезоксиэкдистероидов.
продукты распада в спектрах ацетатов указанных экдистероидов
малоинтенсивны.
' Ион с т/е 193 состава Ci2H1702 (I) и его аналоги в спектрах IV и
VI могут быть следствием процесса распада, изображенного на схеме 1.
Оба рассмотренных типа разрыва связей скелета свойственны и
спектрам карденолидов [9, 10, 12].
В спектре премиксистерона XI наиболее интенсивен [2] пик иона с
т/е 277 (Ci8H2902). Хотя природа этого фрагмента пока не установлена,
его возникновение также обусловлено разрывами связей скелета.

Масс-спектры экдистероидов
525
Еще одна особенность спектров 2- и 20-дезоксиэкдистероидов и их
ацетатов заключена в склонности к отщеплению молекулы СО (см.
схему!), протекающему альтернативно с удалением от М+ частиц R—ОН
и СН3. Элиминирование окиси углерода ионами серий а, Ъ и с выражено
в этих спектрах менее отчетливо. Источником удаляемой частицы
служит, по-видимому, 6-кетогруппа, сопряженная с А7<8'-связью. При
отсутствии двойной связи в этом положении (соединения XI и XII) ионы
(М—rtROH—СО)+ не обнаруживаются.
Необходимо также обратить внимание на то обстоятельство, что к
неординарным способам распада скелета экдистероида приводит не
только уменьшение числа OR-групп, но и особенности их взаимного
расположения, как это наблюдалось у интегристерона В [4] (XIV),
молекула которого содержит р-ОН-группы при С-1, С-2, С-3 и С-5.
Побочные направления распада боковой цепи при С-17. О
возможности разрыва связи С-22 — С-23 как следствии 1,2-элиминирования
R—ОН от С-25 упоминали при изучении спектров экдистерона и его
ацетатов [13]. При этом обращали внимание на фрагменты с mje 69,
включающие цепь от С-23 до С-27. Их интенсивность возрастала при
R=Ac. Ионов, образованных путем разрыва той же связи, но
содержащих цепь от С-1 до С-22, не выявили. В работе [5] отмечалось, что ионы
с тп/е 361 спектра 2-дезокси-ос-экдизона возникают в результате отрыва
от М+ осколка СбНцО (87 а.е.м.). Другие авторы [8], ссылаясь на
неопубликованные данные, указывали, что разрыв С-22 — С-23 свойствен
только оксиэкдистероидам.
Некоторая сложность обнаружения этого типа распада заключена
в том, что ионы (М—87)+ могут возникнуть и в результате удаления
(4Н2О + СН3), что весьма характерно для любых полиоксистероидов.
Однако, использовав измерения элементного состава ионов в
рассматриваемой области спектра, нам удалось показать, что разрыв связи
С-22 — С-23 — достаточно распространенное явление при распаде
экдистероидов. Ионы (М—87)+ в спектрах I, IV, VI и XI полностью
обусловлены элиминированием фрагмента CsHnO (см. схему 1, табл. 3).
Ионы (М—105)+ этих спектров образуются по тому же пути, но с
утратой дополнительной молекулы воды. Ацетильные производные
рассматриваемых соединений (II, III, V и XII) проявляют отчетливые
признаки распада по связи С-22 — С-23, но с одновременным удалением
молекулы кетена за счет 22-ацетоксигруппы:
т
0Н Л. 361(7).
Ш.403(2)
V. 359(2)
-С5Н„0;-СгН20 f I ХП.403(9)
В спектрах экдистероидов с диольной группировкой С-20 — С-22'
продукты распада по связи С-22 — С-23 стабилизируются после
дополнительного удаления двух молекул воды (схема 2). При этом наряду с
ионами с нечетной имеются фрагменты с четной массой, образованные
путем миграции подвижного атома водорода от С-22-ОН в заряженный
осколок. Для большей убедительности мы включили в схему данные и*
спектров интегристеронов А (XIII) и В(XIV). Однако надо отметить,
что в одном случае, а именно, в случае иона с гп/е 390 интегристерона В,
данные о процессе распада по связи С-22 — С-23 отсутствуют, так как
максимальный по высоте фрагмент с тем же массовым числом, но
другого элементного состава образуется при распаде этого образца по
иному механизму [4].

526
Я. В. Рашкес, Н. К- Абубакиров
На примере диацетата 2-дезоксиэкдистерона VIII, триацетата экди-
стерона X и пентаацетата интегристерона А (XV) видно (схема 3), что
разрыв С-22 — С-23 следует за удалением молекулы уксусной кислоты
за счет заместителей при С-20 и С-22.
Во всех изученных спектрах нам удалось установить протекающее
по разнообразным механизмам отщепление цепочки С-24 — С-27
(разрыв С-23 — С-24). В литературе отмечалось, что этот тип разрыва
встречается преимущественно у 28С- и 29С-экдизонов, имеющих
разветвление при С-24 [6, 8]. У 20-дезоксиэкдистероидов I, IV, VI
обнаружили пики ионов четной массы и невысокой интенсивности, возникаю-
ТЛГ.428 DC. 444
ХП-4Б0(Ш)" XIV.476(5)
22 <23
H(O)W)
v/CH20H
¦ra.R = R5=FtfH; 464
к. R,= 0H;R = RB=H;48D
xm.RfR6=QH;R5=H; 496(0)
xrv.R-=R==Rfi=QH; 512(0)
VII.410 DC.426
ХШ.442(98) XIV. 458(19)
"YE. 342(5) EC.358C7J
3011.374(13) XIV. 390(?)
VH. 341(5) K.357(4)
ЖП. 373(8) • ХБГ.389{43
23^24
-(CH3)3C-QH
\?
+ •
"ТО. 336(7) DC. 352(25?
Ш. 368(5
5) ОТ. 384(11)
Схема 2. Побочные направления распада боковой цепи 20, 22-диоксиэкдистероидов.
щих путем удаления одной молекулы воды и молекулы трет.бутилового
спирта (см. схему 1).
Данному направлению разрыва, вероятно, способствует
циклическая форма иона (М—Н20)+, наличие которой было показано нами
ранее [4].
В спектрах всех фитоэкдистероидов с диольной цепью С-20—С-22
имеется пик иона переменной интенсивности с четным массовым числом
(например, т/е 336 (VII) или 384 (XIV)). Измерение состава
показало, что эти ионы могут быть образованы в результате удаления трех
молекул воды и молекулы (СН3)з—С—ОН (см. схему 2). Протеканию
этого процесса благоприятствует возможность реализации шестичлен-
ного переходного состояния.
В отличие от 20,22-диолов в спектрах ацетатов VIII, X, XV
проявляется дублет пиков ионов, отвечающих распаду по связи С-23 — С-24.
Наряду с простым разрывом этой связи, который может быть
реализован после удаления 2Н20 + АсОН (см. схему 3), возможна циклизация
холестеновой цепи в результате различных процессов элиминации
заместителя при С-25, усиливающихся, как видно из интенсивности
соответствующих пиков, при R7=Ac (соединение XV). Для возникающего

Масс-спектры экдистероидов
527
таким способом 4,4-диметилциклогексенового кольца характерен распад
с удалением С4Н7, С4Н6 и С3Н7 [14]. Первые два акта можно
рассматривать в качестве процессов распада по С-23 — С-24, а последний —•
по С-24 — С-25. Переход иона с пг/е 550 в ионы с пг/е 507 и 494 в
спектре пентаацетата XV подтвержден метастабильными пиками. Отрыв
цепочки из трех углеродных атомов не наблюдается в спектрах 20,22-
диолов VII, IX, XIII и XIV, однако у 20-дезоксиэкдистероидов I, IV, VI
данный тип распада проявляется в виде малоинтенсивных пиков
фрагментов (М—Н20—Ме2СО)+ (см. схему 1).
23^24 |^И*>
»-. R = Н; R,= R6=0Ae; R7=Ac; 70e
-АсОН
УШ. 452 Х.51С
XV. ElC^'ii)
-R70H
V2D.379(9) X. 137(14.
XV. 495(19)
-с4н7
ЦИКЛИЗАЦИЯ > J
тгсп. 434(6) x.4S2do)
XV. 55С (100)
¦с.н
Vm. 401(4)
X. 439(3)
XV. 517(2)
VXH . 3S1 (5)
X. 449(9)
XV. 5C7 (17)
4"S
+•
vni.378(5)
X. 436(5)
XV. 4g4(9)
Схема З. Побочные направления распада боковой цепи ацетатов 20, 22-диокси-
экдистероидов ("'—относительные интенсивности приведены в табл. 2).
Методика эксперимента. Обзорные масс-спектры сняли на приборе
МХ-1303 (прямой ввод пробы, температура системы напуска 150—210°,
ионизирующее напряжение 40 В). Элементные составы ионов измерили
на масс-спектрометре МХ-1310 с использованием системы ввода пробы
(СВП 5) при температуре нагревателя 50—150°, ионизационной
камеры — 100—170°, ионизирующем напряжении 70 В. Реперное вещест-

528
А. У. Маматханов и др.
во — перфторкеросин. Относительная ошибка определения масс не
превышает 1 • Ю-5.
выводы
Изменение числа OR-групп в молекулах экдистероидов ведет к
перераспределению вкладов трех основных направлений распада этих
соединений под электронным ударом.
В спектрах 20-дезоксиэкдистероидов обнаружена фрагментация
кольца D по связям С-13 — С-17 и С-14 — С-15.
Проанализированы побочные направления распада боковой цепи
исследованных соединений.
ЛИТЕРАТУРА
[1] 3. Саатов, Б. 3. Усманов, Н. К. Абубакиров. Химия природ, сое-
дин., 793 (1979). [2] 3. Саатов, Б. 3. Усманов, Н. К. Абубакиров. Химия
природ, соедин., 797 (1979). [3] У. Б а л т а е в, М. Б. Горовиц, Н. Д. Абдул-
лаев, М. Р. Ягудаев, Н. К. Абубакиров. Химия природ, соедин., 813 (1977).'
[4] У. Б ал т а ев, М. Б. Горовиц, Н. Д. А б д у л л а ев, Я. В. Рашкес,
М. Р. Ягудаев, И. К. Абубакиров. Химия природ, соедин., 457 (1978). [5]
Е. Ohnishi, Т. Mizuno, F. Chatani, N. Ikekawa, S. Sakurai. Science,
197, 66 (1977). [6] A. A. Ax рем, И. С. Левина, Ю. А. Титов. Экдизоны —
стероидные гормоны насекомых. Минск, 48 (1973). [7] М. N. G а 1 b r a i t h, D. H. S. Horn.
Austr. J. Chem., 22, 1045 (1969). [8] M. Koreeda, K. Nakanishi, S. I m a i,
T. Tsuchiya, N. Wasada. Mass spectroscopy, 17, 669 (1969). [9] G. Spi teller.
Z. Anal. Chemie, 197, 1 (1963). [10] Я- В. Р а ш к ее, М. Б. Г о р о в и ц, Г. К. М а-
каричев, Н. К. Абубакиров. Химия природ. соедин., 747 (1971). [11]
Я. В. Рашкес, Р. Ш. Я м а т о в а, Н. К. Абубакиров. Химия природ, соедин.,
158 (1975). [12] Я. В. Рашкес, Н. К. Абубакиров. Химия природ, соедин.,
615 (1974). [13] И. Л. Зацны, М. Б. Горовиц, Я. В. Рашкес, Н. К.
Абубакиров. Химия природ, соедин., 155 (1975). [14] Eight Peak Index of Mass Spectra,
Mass Spectrometry Data Centre. Aldermaston, /, 47 (1970).
Ордена Трудового Красного Знамени Поступило
Институт химии растительных веществ 10. III 1980 г.
АН УзССР
Ташкент
УДК 615.322
ВЫДЕЛЕНИЕ ЭКДИСТЕРОНА ИЗ КОРНЕЙ
RHAPONTICUM CARTHAMOIDES
А. У. Маматханов, М.-Р. И. Шамсутдинов, Т. Т. Шакиров
Многолетнее травянистое растение Rhaponticum carthamoides
(W i 11 d.) 11 j i п. (маралий корень, левзея сафлоровидная, рапонтикум
сафлоровидный, большеголовник сафлоровидный), произрастающее в
азиатской части СССР, а также в Монгольской Народной республике
[1], с давних пор применяется в народной медицине, но вводить его в
культуру как лекарственное и кормовое растение начали недавно [2—4].
Из корней и корневищ маральего корня в настоящее время
выпускаются галеновые препараты тонизирующего и стимулирующего действия [5].
Экстракт корней является одним из компонентов напитка «Саяны».
Основное биологически активное вещество корней левзеи сафлоро-
видной — экдистерон — было выявлено в Институте химии
растительных веществ АН УзССР Н. К- Абубакировым с сотрудниками [6].
Запасы дикорастущего и введенного в культуру маральего корня делают
его перспективным сырьем для производства экдистерона. Мы
исследовали процессы выделения экдистерона из корней и корневищ этого
растения, полученных нами с завода первичной переработки
лекарственного растительного сырья. Для подбора оптимального
растворителя на различных стадиях выделения и очистки экдистерона ис-

Экдистерон из корней Rhaponticum carthamoid.es
529
следовали растворимость экдистерона в нескольких растворителях и их
смесях:
Раствори,- гЦОО мл Растворитель г\100 мл
тель, %
Ацетон 100 0,193 Метанол 7,5
95 0,575 Вода 0.19
90 0,737 Хлороформ—метанол,
85 1,13 4:1 1,0
80 1,18 2:1 3,21
Спирт 95 2,8 н-Бутиловый'спирт, на-
90 2,94 сыщенный водой 4.1
80 4,61 Этилацетат, насыщен-
70 6,10 ный водой 0,059
Корни левзеи экстрагировали метанолом. От балластных и
красящих веществ очищали обработкой хлороформом и хроматографией на
окиси алюминия. Лучший результат был получен при элюации смесью
хлороформ — метанол (2:1). Соотношение суммы и сорбента — от
1:5 до 1:15. Оптимальная сорбция примесей достигается при
соотношениях 1 : 10 — 1 : 12. Экстракцию корней метанолом проводили на
крупнолабораторных установках (см. эксперим. часть) и выделили
0,05% экдистерона к весу сырья.
ЭКСПЕРИМЕНТАЛЬНАЯ ЧАСТЬ
Экстракция сырья. 50 кг корней и корневищ Rhaponticum cartha-
moides экстрагировали метанолом пятикратно в экстракторе емкостью
200 л методом настаивания, гидромодуль процесса 1 : 12. Экстракт
упаривали до объема 8 л, разбавляли водой до 15 л и обрабатывали
хлороформом 5 раз по 10 л. Из очищенного водно-метанольного раствора
экдистероиды извлекали смесью хлороформ — изопропиловый спирт
(1:1) 5 раз по 15 л. Объединенное хлороформно-изопропиловое
извлечение упаривали до сиропообразной массы.
Выделение экдистерона. Сгущенное извлечение растворяли в трех
литрах смеси метанол — хлороформ (1:2) и пропускали через колонку,
загруженную 5 кг окиси алюминия (акт. II ст. по Брокману), диаметр
колонки 100 мм, высота слоя сорбента 500 мм. Полученный элюат в
количестве 10 л упаривали досуха и остаток кристаллизовали из 600 мл
смеси метанол — этилацетат (1 :9). Через сутки выпавшие кристаллы
(28,5 г) отделяли и перекристаллизовывали из 600 мл такой же смеси.
Кристаллы отделяли, промывали 70 мл этилацетата и сушили при 100°.
Получили 24,8 г экдистерона (0,05% к весу сырья).
ВЫВОДЫ
1. Изучена растворимость экдистерона в некоторых
индивидуальных растворителях и смесях.
2. Разработан метод выделения экдистерона из корней и корневищ
Rhaponticum carthamoides с выходом 0,05% к весу сырья.
ЛИТЕРАТУРА
[1] Флора СССР. М.—Л., XXVIII, 311 (1963). [2] А. М. Ч е р н я е в а, А. М. Кр а-
пивина. Раст. рее, 10, 2, 203 (1974). [31 Ю. Д. Сосков. Бот. журнал, 4, 44 (1959).
[4] Б. А. Постников. Раст. рее, 5, 2, 247 (1969). [5] Гос, фармакопея. М., X, 592
(1961). [6J Н. К. Аб у баки ров. Химия и жизнь, № 11, 57 (1975).
Ордена Трудового Красного Знамени Поступило
Институт химии растительных веществ 17. III 1980 г.
АН УзССР
Ташкент

530
А. В. Кймерницкий и др.
УДК 542.91:547.92
ТРАНСФОРМИРОВАННЫЕ СТЕРОИДЫ
118*. ГЕОМЕТРИЧЕСКАЯ ИЗОМЕРИЯ 20-КАРБЭТОКСИГИДРАЗОНОР
16,17сс-ЦИКЛОПРОПАНОПРЕГН-5-ЕН-Зр-ОЛ-20-ОНА
А. В. Камерницкий, А. М. Турута, Нго Тхи Май Ань
При известной ..склонности гидразонов к геометрической изомерии
2,Е-типа она не была известна в ряду 20-гидразонов стероидов прегна-
нового ряда, несмотря на обширные и систематические исследования
этого класса соединений с целью использования их для стереоспецифи-
ческого направленного синтеза 16,17а-замещенных биологически
активных прегнанов. Единственным исключением является обнаруженное при
взаимодействии ацилгидразинов с ацетатом прегна-5,16-диен-3р-ол-20-
она образование Е-изомера 20-ацилгидразона, который при дальнейшей
обработке уксусной кислотой превращается в Z-изомер [2]. (Z-Изомер
характеризует сын-расположение группы 21-СНз и уреидной
группировки, Е-изомер соответствует их ангы-расположению). Обратная
изомеризация в используемых условиях (АсОН, 20°, 24 ч) в сколько-нибудь
заметной степени не отмечалась. Геометрическая изомерия Z,E-THna
обнаружена нами в ряду 20-карбэтоксигидразонов 3'-Н-циклопропа[16,17-а1
прегн-5-ен-Зр-ол-20-она. Так, при длительной экспозиции 3|3-ацетата
3'-Н-циклопропа[16,17-а]прегн-5-ен-Зр-ол-20-она (I) с карбэтоксигидра-
зином (КЭГ) в АсОН (до 6 сут) образуются два хроматографически
разделимых изомера, которые по химическим и физико-химическим
характеристикам могут быть охарактеризованы как Z- и Е-изомеры (III и,
IV соответственно). Омылением III и IV этилатом натрия или
бикарбонатом калия в метаноле получены их 3-оксианалоги V и VI, имеющие
близкие температуры плавления, не отличающиеся хроматографически,
масс-спектрометрически и взаимно не изомеризующиеся в нейтральной
и щелочной средах (контроль ПМР-спектроскопией). Спектральные
различия изомеров II и IV представлены в таблице. При полной идеи-
rt#? - ^
ч ,NHC02Et x
NHCO2E.1
R0
R=Ac(Di) R=Ac(s-)
R-Ac(D, R-H(n) ReHm R=Hm)
тичности УФ-, масс- и ИК-спектров в растворе имеются существенные
расхождения в ПМР- и ИК-спектрах кристаллических форм. Известно,
что в спектрах ПМР несимметричных кетонов ct-протоны, находящиеся
в сын-положении к аминному азоту, поглощают в более сильном поле,
чем в соответствующих анты-изомерах [3]. Сравнение с этой точки
зрения протонов 21-СНз-групп в спектрах II, III (1,73 и 1,96 м. д.) и их
оксианалогов V, VI (1,73 и 1,94 м. д.) позволяет отнести гидразоны III,
IV к Z-форме, а V, VI — к Е-форме. Значительно различаются
химические сдвиги протонов 18-ангулярной метальной группы и аминного
протона. Сдвиг сигнала NH-протона в слабое поле в Е-форме III не может
* Сообщение 117 см. [1].

Трансформированные стероиды. 118
531
быть обусловлен большей степенью сопряжения в этом изомере,
поскольку их УФ-спектры идентичны, а скорее вызван дезэкранирующим
эффектом пространственно сближенных заместителей. Следует
отметить, что в спектрах кругового дихроизма (КД) в области азометино-
вого хромофора соединения III и IV проявляют эффект Коттона разного
знака. Это различие может служить диагностическим методом при
отнесении 20-гидразонов стероидов к Z- и Е-формам в тех многочисленных
случаях, когда выделен лишь один геометрический изомер.
Хроматографический контроль за ходом реакции I с КЭГ в
уксусной кислоте показывает, что первоначально образуется Z-изомер III,
Соеди-
ш
IV
V
VI
Спектр ПМР
(о, м. д., СНС13)
18-CHj
0,78
0,85
0 78
0.86
21-СН3
1,74
1,96
1,73
1,94
NH
7,43
8,26
7,38
8,28
ИК-спектр ( xKBr j \
\ max' LM /
1042. 1230, 1260, 1380.
1440, 1520, 17,2, 1736,
3300
1042, 1212, 1250. 1380,
1495. 1730, 1760, 3390
1058, 1242. 1380. 1#40.
1545, 1710, 3030. 3230,
3420
1065, 1335, 1375, 1430,
1470, 1725, 3030, 3065,
3395, 3440
КД-спектр
<С,Н,ОН)
^тах
240
233
Ле
—2,52
+ 6,75
.изомеризующийся при увеличении времени реакции (от 1 до 6 сут) в
Е-изомер IV, соотношение изомеров становится постоянным уже через
72 ч, достигая равновесия (~-2 : 1), при котором Z-форма III всегда
преобладает. В инертных растворителях, а также в щелочной среде оба
изомера весьма стабильны, однако в ледяной уксусной кислоте, а
особенно в смеси с хлороформом (по-видимому, содержащим
каталитические дозы НС1) происходит взаимопревращение этих форм, причем
более стабильная Z-форма преобладает. Оба изомера при нагревании в
АсОН с ацетилацетоном превращаются в исходный циклопропан I.
Для выяснения механизма этой реакции мы осуществили
взаимопревращения Z- и Е-изомеров в о^-дейтерированной уксусной кислоте.
Оказалось, что протоны группы 21-СН3 обмениваются на дейтерий, что
следует как из масс-спектрометрических данных, так и из спектров ПМР
изомеров III и IV, выделенных из равновесной смеси, полученной
изомеризацией одного из двух геометрических изомеров (исчезновение
трехпротонного сигнала 21-СН3-группы). Интересно отметить, что
протон гидразонного фрагмента не участвует в дейтерообмене, в силу чего
весьма логично предположение о первоначальной изомеризации гидра-
зонной формы в таутомерную енгидразинную форму А как
промежуточную в наблюдаемой геометрической изомерии. По-видимому, не
последнюю роль в стабилизации енгидразинной формы играет циклопропано-
вый цикл в конформации молекулы, в которой имеются лучшие
возможности для его сопряжения не с азометиновой, а с метиленовой
двойной связью. К этому можно добавить, что УФ-спектры гидразинов
III и IV, будучи идентичными (Ятах 226 нм, е 13600 и Яшах 228 нм,
е 13650 соответственно), практически не отличаются от 16,17-незамещен-
ного аналога — 3-ацетата 20-карбэтоксигидразона прегн-5-ен-3$-ол-20-

S32
А. В. Камершщкий и др.
она (Яшах 227 нм, е 13200). Это означает, что гидразонная группа в III,
IV не сопряжена с циклопропановым кольцом. Все это в сочетании с
C-NH-NHC02E:t
А
результатами рассмотрения стерических факторов позволяет
предположить для гидразонов III, IV в отличие от кетона I [3, 4] такую геометрию
связи С-17 — С-20, в которой циклопропил и гидразонная группы цис-
ориентированы по отношению друг к другу. Отсутствие в нейтральных
растворах енгидразинной формы [5], естественно, исключает и
возможность геометрической изомерии. В кислой же среде, в частности в АсОН,
способность гидразонов к енолизации и таутомерному превращению в
енгидразинную форму известна [5, 6]. Щелочной катализ, йод или
облучение II УФ-светом не вызывают его изомеризации.
Обнаруженная геометрическая изомерия — исключительно редкое
явление в химии стероидных 20-гидразонов, наблюдаемое лишь в.
случае 20-гидразонов прегна-5Д6-диен-Зр-ол-20-она, где
последовательность образования 2,Е-изомеров при большей стабильности Z-изомера
прямо противоположна [2].
ЭКСПЕРИМЕНТАЛЬНАЯ ЧАСТЬ !
Температуры плавления определяли на блоке Кофлера. Спектры
ПМР снимали на спектрометре Tesla BS-497 (100 МГц), внутренний,
стандарт — ГМДС. ИК-спектры снимали на приборе UR-10, масс-
спектры — на приборе Varian MAT CH-6 с прямым вводом образца в
ионный источник, спектры КД — на приборе Iobin-Ybon III в спирте.
Данные анализа соединений соответствовали вычисленным.
202-Карбэтоксигидразон З-ацетокси-З'-Н-циклопропаПб.П-сффегн-
5-ен-Зр-ол-20-она (III). Раствор 1,5 г I и 3 г H2N — NHC02C2H5 в 75 мл
НОАс и 6 мл СНС13 выдержали при 20° 3 сут. Растворитель частично
упарили в вакууме, остаток разбавили водой, выпавший осадок
отфильтровали, промыли водой, высушили, перекристаллизовали из эфира.
Получили 0,95 г HI C27H4o04N2, т. пл. 190—195°. ПМР-спектр (б, м. д.):
0,78 с (18-СНз), 0,96 с (19-СН3), 1,22 т (СН3-группы О С2Н5), 1,74 с
(21-СНз), 1,94 с (3-ОАс), 4,16 кв. (СН2-группы О С2Н5), 7,43 (NH).
Масс-спектр (т/е): 456 (М+), 441 (М+—СН3), * 426,5 (456—'441), 396
(М+—НОАс), 381 (М+—СНз—НОАс), 368 (М+—СН3—С02С2Н5), 323
<М+—НОАс—С02С2Н5), 308 (М+—НОАс—С02С2Н5-СН3).
Изомеризация 202-карбэтоксигидразона (III) в АсОН. Раствор
0,05 г II в 0,5 мл АсОН и 1 мл СНС13 выдержали при 20° 4 сут, после
чего кипятили 7 ч. Хлороформ упарили, остаток разбавили водой, осадок
отфильтровали. Получили 0,045 г вещества, делением которого ТСХ
(Si02, бензол — эфир, 2: 1), наряду с 0,027 г II, выделили 0,016 г IV
C27H4o04N2, т. пл. 186—193° (из эфира). Масс-спектр (т/е): 456 (М+),
441 (М+—СН3), *426,5 (456—441), 396 (М+—АсОН), 381, 368, 323, 308.
Изомеризация 20Е-карбэтоксигидразона (IV) в АсОН. Раствор
0,025 г IV в 1,25 мл АсОН выдержали при 20° 4 сут. После описанной
выше обработки получили 0,025 г смеси, ТСХ которой (бензол — эфип,
7:1) выделили 0,014* г II и 0,07 г IV.

Томатозид А ' 533
202-Карбэтоксигидразон 3'-Н-циклопропа[16,17-сс]прегн-5-ен-Зр-ол-
20-она (V). К раствору 0,3 г III в 30 мл СН3ОН добавили 0,15 г КНС03
в 1 мл Н20. Реакционную смесь кипятили 2 ч, после чего растворитель
упарили на 2/3, остаток разбавили водой, выпавший осадок
отфильтровали. Получили 0,29 г продукта, кристаллизацией которого из СН3ОН
выделили 0,25 г V, т. пл. 182—186°. Масс-спектр (т/е): 414 (М+), 399
(М+—СНз), 326 (М+— СНз—С02С2Н5).
Раствор 0,015 г II, 0,02 г КЗ Г и 0,5 мл АсОН выдержали при 20°
18 ч: После описанной выше обработки и кристаллизации из эфира
получили 0,012 г V, т. пл. 182—186°, идентичного описанному выше.
20Е-Карбэтоксигидразон 3'-Н-циклопропа[16,17-сс]прёгн-5-ен-Зр-ол-
20-она (IV). Раствор 0,05 г IV в 5 мл СН3ОН, содержащий 0,025 г
КНС03 в 0,5 мл НгО, кипятили 1 ч, после чего разбавили водой,
выпавший осадок отфильтровали. Получили 0,045 г продукта, кристаллизацией
которого из эфира выделили 0,03 г IV, т. пл. 187—190°. Масс-спекто
(т/е): 414 (М+), 399 (М+—СН3), 326 (М+—СН3—С02С2Н5).
ВЫВОДЫ
При взаимодействии 16,17а-циклопропано-20-кетостероидов с карб-
этоксигидразином образуются взаимопревращающиеся геометрические
-Z- и Е-изомеры по азометиновой двойной связи. В качестве
промежуточного продукта изомеризации предложена енгидразинная структура.
ЛИТЕРАТУРА
[1] А. В. Камерницкий, В. А. Криворучко, И. Г. Решетова. Химия
природ, соедин., 208 (1980). [2] А. В. Камерницкий, Н. С.
Павлова-Гришина, А. В. Скор о в а. Изв. АН СССР, сер. хим., № 6 (1980). {3] А. В.
Камерницкий, А. М. Турута, Нго Тхи Май Ань. Изв. АН СССР, -сер. хим., 924 (1980).
[4] Т. Н. Д е ш к о, А. В. К а м е р н и ц к и й, Г. А. К о г а н, А. М. Т у р у т а,
Т. К. Устынюк, Т. М. Фадеева. Изв. АН СССР, сер. хим. 2713 (1976). [5]
Ю. П. Китаев, Б. И. Бузыкин. Гидразоны. М. (1974). [6] R. В. В о a d,
J. F. М с G h i e, M. Robinson, D. H. R. Barton. J. Chem. Soc, Perk. Trans.,
/, 1242 (1975).
Институт органической химии Поступило
им. Н. Д. Зелинского АН СССР 17. III 1980 г.
Москва . ' ,
УДК 547.918:547.925
ТОМАТОЗИД А ИЗ СЕМЯН LICOPERSICUM ESCULENTUM
А. П. Щелочкова, Ю. С. Воллернер, К. К. Кошоев
Ранее [1] мы сообщали, что семена Licopersicum esculentum Mill,
(томат) содержат до 0,3% неотигогенина (II). Продолжая изучение
семян томата, из суммы экстрактивных веществ мы изолировали два
близких по величине Rf соединения (1а/1б). Положительная реакция с
реактивом Эрлиха [2], наличие в ИК-спектре малоинтенсивной
уширенной полосы при 900 см-1 [3] при отсутствии полос, свидетельствующих о
принадлежности к ряду спиростана [4, 5], и характерное поведение при
двумерной ТСХ [6] позволили отнести эти вещества к фуростаноловым
гликозидам.
Известно, что 22-ОН-фуростанолы при нагревании с метанолом
образуют 22-О-метиловые эфиры, которые легко претерпевают обратный

0
534 А. П. Щелочкова и др.
переход [7, 8]. При нагревании суммы гликозидов 1а/1б в воде и
метаноле были выделены индивидуальные соединения 1а и 16. В ПМР-спект-
ре гликозида 16 при 3,12 м. д. имеется трехпротонный синглет [3].
В ПМР-спектре соединения 1а резонансные сигналы протонов мето-
ксильных групп отсутствуют. Следовательно, вещество 1а является
22-ОН-фуростаноловым гликозидом. Это нативное соединение и мы
назвали его томатозидом А. Соединение 16 — его 22-О-метиловый эфир.
Ввиду легкости взаимных переходов гликозидов 1а и 16 дальнейшие
операции по доказательству строения томатозида А (1а) проводили с
продуктом 1а/1б.
В 1973 г. японские исследователи [9], заинтересовавшись горьким
началом семян томата, описали строение нового тетраозида ряда фуро-
стана, названного ими TFI. Резкое отличие температур плавления
томатозида А (1а) и TFI (247—250 и 217—220° соответственно) вызвало
некоторые сомнения в полной идентичности структур этих гликозидов.
Цель данной работы — установление строения томатозида А (1а) и
получение ряда модельных гликозидов неотигогенина.
Полный кислотный гидролиз и метанолиз продукта 1а/1б привел к
неотигогенину [I, 10] и смеси углеводов. Анализ гидролизатов методами
ТСХ и ГЖХ [11] показал наличие D-глюкозы и D-галактозы в
соотношении 3:1.
После ферментативного гидролиза продукта 1а/1б комплексным
ферментом улитки Helix plectotropis получили соединение III.
Положительная реакция с реактивом Санье, отрицательная — с реактивом
Эрлиха и наличие в ИК-спектре гликозида III полос при 905<920 см-1
[4, 5] свидетельствуют о его принадлежности к спиростаноловым глико-
зидам 25(S)-ряда. Метанолиз соединения III показал, что агликоном
его является неотигогенин (II), а в углеводной части присутствуют
?)-глюкоза и D-галактоза в соотношении 2:1.

Томатозид А
535
Для сапониноносных растений характерно одновременное
присутствие биогенетически родственных спиростаноловых и фуростаноловых
гликозидов [7, 8], поэтому в дальнейшем не исключена возможность
обнаружения в семенах томата гликозида III, названного нами тома-
тозидом В.
Для всех известных в настоящее время гликозидов ряда фуростана
[7, 8] характерно отщепление при ферментолизе одной молекулы D-глю-
козы, присоединенной к оксигруппе при С-26 агликона,
сопровождающееся превращением фуростанолового гликозида в соответствующий
спиростаноловый. Следовательно, можно предположить, что одна
молекула jD-глюкозы в томатозиде А (1а) связана с оксигруппой при С-26
25(5)-5а-фурост-Зр,22а,26-триола, а трисахаридная углеводная цепь —
с гидроксильной группой при С-3.
Частичным кислотным гидролизом томатозида В (III) наряду с
неотигогенином (II) получили гликозиды IV и V. По данным цветных
реакций и ИК-спектров оба соединения отнесены к спиростаноловый
гликозидам 25(S)-ряда. Метанолиз показал, что агликоном и в том, и
с другом случае является неотигогенин (II). Углеводная цепь
гликозида IV состоит из одной молекулы D-галактозы, гликозида V —
D-галактозы и D-глюкозы в соотношении 1:1.
Строение З-О-р-Л-галактопиранозида неотигогенина (IV)
подтвердили синтезом из ацетобромгалактозы и неотигогенина (II) по методу
Кенигса — Кнорра в модификации В. Т. Чернобая [12]. Следовательно,
к оксигруппе при С-3 агликонов томатозида А (1а) и В (III)
присоединена D-галактоза.
Для определения строения углеводной цепи при С-3, конфигурации
гликозидных связей и конформации углеводных циклов провели
метилирование по Хакомори [13] продуктов 1а/1б и III и получили пермети-
латы VII и VI соответственно. В ИК-спектрах этих соединений
отсутствует поглощение, обусловленное наличием гидроксильных групп.
В спектре ПМР перметилата VII в области 4,12—4,69 м. д. имеются
четыре резонансных сигнала аномерных протонов Сахаров в виде
дублетов с J=7—8 Гц.
Сравнение химических сдвигов сигналов аномерных протонов
Сахаров в спектрах ПМР перметилатов VII и VI позволило отнести дублет
при 4,12 м. д. в спектре ПМР соединения VII (J=7 Гц) к аномерному
протону jD-глюкозы, связанной с оксигруппой при С-26 агликона
томатозида А (1а). Константы спин-спинового взаимодействия (J=7—8 Гц)
свидетельствуют о р-конфигурации гликозидных связей [14] и
С1-конформации углеводных циклов [15]. Расчетом по методу разности
молекулярных вращений [16] была подтверждена р-конфигурация
гликозидных связен.
Полным кислотным гидролизом перметилата VII получили
неотигогенин (II) и набор метилированных Сахаров. После разделения на
индивидуальные компоненты в присутствии заведомых свидетелей
методами ТСХ и ГЖХ идентифицировали 2,3,4,6-тетра-0-метил-Л-глюкопи-
ранозу, 3,4,6-три-0-метил-1)-глюкопиранозу и 2,3,6-три-0-метил-Л-га-
лактопиранозу.
Таким образом, терминальная молекула глюкозы связана
с оксигруппой при С-2 молекулы глюкозы, присоединенной к оксигруппе
при С-4 молекулы галактозы, находящейся при С-3 агликона. Трисаха-
рид такого строения — ликотриоза — фрагмент тетрасахарида лико-
тетраозы [17]. Последняя является углеводной составляющей многих
природных гликозидов [18].
Доказательство принадлежности томатозида А (1а) к гликозидам
ряда фуростана получили также восстановлением продукта 1а/1б бор-

536 -
Л. 77. {Целочкова и др.
гидридом натрия с последующим полным кислотным гидролизом
реакционной смеси [6]. Одно из выделенных соединений оказалось
идентичным продукту восстановления неотигогенина (II) литийалюминийгид-
ридом в присутствии хлористого алюминия [19] — дигидронеотиго-
генину (VIII).
Таким образом, структура томатозида А соответствует формуле 1а,
а потому идентична структуре, предложенной для TFI [9]. Разница
температур плавления томатозида А и TFI, на наш взгляд, объясняется
тем, что авторы работы [9] охарактеризовали как индивидуальный гли-
козид смесь томатозида А и его 22-О-метилового эфира.
ЭКСПЕРИМЕНТАЛЬНАЯ ЧАСТЬ
Общие замечания. Тонкослойную хроматографию (ТСХ),
препаративную тонкослойную хроматографию (ПТСХ) и двумерную тонкослой
ную хроматографию (ДТСХ) проводили на силикагеле КСК (63 мкм),.
содержащем 15% гипса, колоночную хроматографию (КХ) — на
силикагеле КСК (63—100 мкм). Для хроматографии использовали
следующие системы растворителей: 1) хлороформ — метанол — вода,
а — 65 : 30 : 6, б — 65 : 11 : 2, 2) хлороформ — метанол, а — 10 : 1,.
б — 15:1, в — 20 : 1, г — 99 : 1; 3) бензол — метанол, 10 : 1;4) бута-
нол — этанол ¦— вода, 5:3:2.
Сапогенины и их производные обнаруживали реактивом Санье,
гликозиды — реактивами Санье и Эрлиха, сахара — о-толуидинсалици-
латом, причем сахара хроматографировали на пластинках, импрегниро-
ванных 0,3 М водным раствором NaH2P04.
Метанолиз гликозидов проводили кипячением в безводном
метаноле, содержащем 5% НО в течение 12 ч. В охлажденную реакционную
смесь добавляли равный объем воды, выпавший агликон отделяли
фильтрованием, промывали водой и анализировали методом ТСХ. Часть
фильтрата после удаления метанола четыре часа нагревали при 100° и
после нейтрализации анионитом ЭДЭ-10 П анализировали методом
ТСХ. Другую часть нейтрализовали Ag2C03, фильтровали, упаривали
досуха и анализировали методом ГЖХ.
Газожидкостную хроматографию проводили на хроматографе
«Цвет-4». Моносахариды хроматографировали в виде триметилсилиль-
ных эфиров метилгликозидов [11] на колонке (3 мХ4 мм), наполненной
хроматоном N-AW с 5% силиконовой фазы SE-30 (фаза 1).
Температура термостата 190°, газ-носитель здесь и далее — гелий, скорость
газа — 45 мл/мин. Метилгликозиды метилированных Сахаров получали
кипячением метиловых эфиров в безводном метаноле, содержащем 5%
НС1. Время реакции — 4 ч. Полученные соединения
хроматографировали на колонке (1 мХ4 мм), наполненной целитом, включающим 20%
1,4-полибутандиолсукцината, а также на колонке (1 мХ4 мм) с
хроматоном N-AW, содержащим 10% полифенилового эфира (фазы 2 и 3
соответственно), температура термостата 160 и 180°, скорость газа —
50 мл/мин. Время удерживания Г0Тн для метилированных
метилгликозидов рассчитывали по отношению ко времени удерживания 2,3,4,6-тет-
ра-0-метил-р-?>-метил-глюкопиранозида [18].
Масс-спектры снимали на приборе МХ-1310 при ионизирующем
напряжении 40 эВ и температуре ПО—160°. Молекулярные веса
определяли масс-спектрометрически. ИК-спектры получали на приборе UR-20
в КВг или в вазелиновом масле. Спектры ПМР — на приборе
JNM-4H-100 с ГМДС в качестве внутреннего стандарта (б-шкала).

Томатозид А
537
Получение суммы гликозидов 1а/1б. Томатный шрот — отходы
консервной промышленности — отмывали водой от оболочек и мякоти
плодов и семена сушили на воздухе. 1 кг измельченных и обезжиренных
семян исчерпывающе экстрагировали бутанолом, насыщенным водой,
при температуре кипения азеотропной смеси. Выход суммы
экстрактивных веществ составил 7%. Бутанольно-водный экстракт упаривали
досуха, растворяли в воде и исчерпывающе экстрагировали петролейным
эфиром, а затем бутанолом. Бутанольные извлечения упаривали
досуха, растворяли в метаноле и сапонины осаждали ацетоном. После
переосаждения и очистки методом КХ в системе 1а получили 5 г белой
порошкообразной суммы гликозидов 1а/1б, не содержащей других
компонентов, с Rf в системе 1а 0,42 и 0,45 соответственно, V^ : 900 (слабая
уширенная полоса), 3300—3500 см-1 (ОН).
ДТСХ продукта 1а/1б. Метанольный раствор суммы гликозидов
1а/1б в виде точки наносили в угол пластинки 17X17 см и хроматогра-
фировали в системе 1а. Пластинку высушивали и на 24 ч помещали в
камеру, насыщенную парами метанола, после чего опять высушивали и
хроматографировали в системе 1а в направлении, перпендикулярном
первому. Опрыскиванием обнаружили четыре пятна, расположенных в
виде квадрата.
Томатозид А (1а). 115 мг продукта 1а/1б растворяли в 50 мл воды
и нагревали при 100° 16 ч. Часть воды упаривали, приливали 200 мл
ацетона, выпавший осадок отфильтровывали и высушивали. Получили
105 мг томатозида A (la) C5iH86024, т. пл. 247—250° (с разлож.), [а]д—
¦—29,3±2° (с 1,18; пиридин). В спектре ПМР нет сигналов метоксиль-
ных протонов.
22-О-Метиловый эфир томатозида А (16). 125 мг суммы гликозидоз
1а/1б растворяли в 50 мл абсолютного метанола и нагревали при
температуре кипения 16 ч. Охлажденный раствор концентрировали,
приливали 200 мл безводного ацетона, выпавший осадок отфильтровывали
и высушивали. Получили ПО мг 22-О-метилового эфира томатозида А
(16) С52Н88О24, т. пл. 243—246° (с разлож.), [afD° — 35,2 + 2° (с 1,19;
пиридин). Спектр ПМР (C5D5N, 6, м. д.): 3,12 (22-0—СН3, с).
Полный кислотный гидролиз продукта 1а/1б. 250 мг суммы
гликозидов 1а/1б растворяли в смеси 95 мл воды и 5 мл концентрированной
серной кислоты и нагревали 6 ч при 100°. Выпавший осадок
отфильтровывали, промывали водой, фильтрат нейтрализовали анионитом
ЭДЭ-10 П и упаривали. Методами ТСХ (система 4) и ГЖХ (фаза 1)
обнаружили D-глюкозу и D-галактозу в соотношении 1,00:0,38.
Осадок очищали методом КХ в системе 2в. Фракции, гомогенные на
ТСХ в системе 26, объединяли и перекристаллизовывали из ацетона.
Получили 30 мг неотигогенина С27Н44О3, т. пл. 196—198°, [a]D —
—73,8±2° (с 1,12; хлороформ), v?? : 853, 900<923 (спирокетальная
цепь 25(S)-ряда, 3540 см-1 (ОН), М+ 416.
Томатозид В. 1,5 г продукта 1а/1б растворяли в 150 мл воды,
добавляли 5 мл комплексного фермента улитки Helix plectotropis и оставляли
при 20° на 16 ч. Выпавший осадок отфильтровывали, промывали водой,
высушивали и перекристаллизовывали из метанола. Получили 1,25 г
томатозида В (III) C45H740i8, т. пл. 267—270° (с разлож.), Ид—
—50,5±2° (с 0,99; пиридин), ^ : 905<930 (спирокетальная цепь
25(S)-ряда), 3300—3500 см-1 (ОН).
Метанолизом (условия см. в разделе «Общие замечания»)
показали, что агликоном томатозида В (III) является неотиготенин (II) (ТСХ,

538
А. П. Щелочкова и. др.
система 26), а в состав углеводной части входят О-глюкоза и Д-галак-
тоза в соотношении 1,00:0,46 (ТСХ, система 4, ГЖХ, фаза 1).
Частичный кислотный гидролиз томатозида В (III). 0,73 г гликози-
да III растворяли в смеси 146 мл метанола, 146 мл воды и 15 мл 35,5%-
ной соляной кислоты. Смесь нагревали два часа при температуре
кипения. Затем добавляли 150 мл воды, отгоняли метанол и
отфильтровывали осадок, вес которого составил 0,63 г. После разделения методом
КХ в системе 16 и объединения хроматографически гомогенных элюатов
получили 4 фракции: а — 90, б — 20, в — 120 и г — 235 мг. Вес
фракций, содержащих смеси соединений, составил 100 мг. Методом ТСХ в
системе 26 показали, что фракция а состоит из неотигогенина II, а
фракция г — из исходного гликозида III (ТСХ в системе 16).
3-0-р-?>-Талактопиранозид неотигогенина (IV) из III.
Перекристаллизацией фракции б из ацетона получили 12 мг гликозида IV С33Н54О,?,
т. пл. 276—279° (с разлож.), [<х]д — 69,6±2° (с 0,69; пиридин), ч*Ц:
853, 900<927 (спирокетальная цепь 25(Б)-ряда), 3300—3500 см"1
(ОН), М+ 578.
Метанолизом показали, что агликоном гликозида IV является не-
отигогенин (II), (ТСХ, система 26), а в состав углеводной части входит
одна молекула D-галактозы (ГЖХ, фаза 1).
3-0-р-Ь-Глюкопиранозил-( 1—^4)-0-р-/)-галактопиранозид
неотигогенина (V). После перекристаллизации фракции в из метанола
получили 95 мг соединения V С39Н64О13, т. пл. 272—275° (с разлож.), [<x]D—
—55,2±2° (с 1,16; пиридин), v™^ : 854, 900<925 (спирокетальная цепь
25(S)-ряда), 3300—3500 см"1 (ОН), М+ 740.
Метанолизом показали, что агликоном гликозида V является неоти-
гогенин (II) (ТСХ, система 26), а в состав углеводной части молекулы
входят ^-глюкоза и D-галактоза в соотношении 1,00:0,78 (ТСХ,
система 4, ГЖХ, фаза 1).
З-О-р-Д-Галактопиранозид неотигогенина (IV) из II. 416 мг
неотигогенина (II) растворяли в 50 мл толуола. После отгонки 10 мл
растворителя в кипящий раствор порциями добавляли 0,5 г СаО и 2,0 г
Ag2C03. Продолжая отгонять толуол, по каплям приливали раствор
1,2 г ацетобромгалактозы в 20 мл толуола таким образом, чтобы объем
реакционной смеси оставался постоянным. Реакционную смесь
кипятили 4 ч, приливая толуол со скоростью отгонки. Осадок
отфильтровывали, тщательно промывали хлороформом и фильтрат упаривали досуха.
Сухой остаток растворяли в 10 мл метанола, добавляли 2 мл метанола,
насыщенного аммиаком, и оставляли на 15 ч при 20°. После этого
аммиак и метанол удаляли в вакууме и остаток разделяли методом КХ
в системе 2г. Получили 300 мг исходного неотигогенина (II) и 70 мг
гликозида IV С3зН5408, т. пл. 274—277° (с разлож.) (метанол), [<х]0—
—70,0±2° (с 1,22; пиридин), /^ : 855, 900<925 (спирокетальная цепь
25(5)-ряда, 3300—3500 см"1 (ОН), М+ 578.
Перметилат томатозида В (VI) из III. 350 мг гликозида III
растворяли при перемешивании в 25 мл диметилсульфоксида (ДМСО),
порциями добавляли 290 мг гидрида натрия, через 45 мин в течение 15 мин
приливали 4 мл йодистого метила. Через три часа реакционную смесь
выливали в воду и исчерпывающе экстрагировали хлороформом.
Хлороформный экстракт промывали насыщенным водным раствором
тиосульфата натрия, затем водой, высушивали над безводным сульфатом натрия
и упаривали досуха. После очистки методом КХ в системе 3 получили
150 мг белого аморфного перметилата VI С55Н94О18, [а]о — 55,4 + 2°

Томатоэид А 539
(с 1,13; хлороформ), v^™"1 : 855, 9Q0O25 см-1 (спирокетальная цепь
25(5)-ряда). Спектр ПМР (CDCU, о, м. д.): 0,69 (ЗН пои С-18, с), 0,75
(ЗН при С-19, с), 0,92 (ЗН при С-27, д, J=6 Гц), 1,07 (ЗН при С-21, д,
J = 5 Гц), 3,40—3,50 (сигналы десяти метоксильных групп), 3,96 (Н при
С-16, м), 4,26; 4,61; 4,69 (ЗН — аномерные протоны Сахаров, д,
J=7—8 Гц). М+ 1042.
Перметилат томатозида А (VII) из продукта 1а/1б. Метилирование
суммы гликозидов la/16 проводили так, как описано для гликозида III,
взяв следующие количества реагентов: продукт 1а/1б—500 мг, ДМСО—
75 мл, NaH — 450 мг, CH3J — 7 мл. После очистки методом КХ в
системе 3 получили 400 мг белого аморфного перметилата VII, в ИК-спектре
которого не было поглощения, характерного для гидроксильных групп.
20
Состав: С6бНп6024, [а]0 —41,1 ±2° (с 1,13; хлороформ). Спектр ПМР
(CDCls, 6, м. д.): 0,62 (ЗН при С-18, с), 0,77 (ЗН при С-19, с), 0,90 (6Н
при С-21 и С-27, д, J = 6 Гц), 3,45—3,55 (сигналы пятнадцати
метоксильных групп), 4,02 (Н при С-16, м), 4,12 (аномерный протон D-глюкозы
при С-26, д, J = 7 Гц), 4,27; 4,62: 4,69 (ЗН — аномерные протоны
Сахаров при С-3, д, J=7—8 Гц). М+ 1292.
Продукты гидролиза перметилата VII. 300 мг соединения VII
растворяли в 100 мл 50%-ного водного метанола, содержащего пять
объемных процентов концентрированной серной кислоты, и нагревали при
температуре кипения 6 ч. Затем к охлажденной реакционной смеси
приливали 50 мл воды, отгоняли метанол, выпавший в осадок агликон
отфильтровывали, промывали водой и высушивали. Методом ТСХ в
системе 26 показали идентичность агликона перметилата VII неотиго-
генину (II).
Фильтрат нагревали 6 ч при 100°, после чего охлаждали,
нейтрализовали анионитом ЭДЭ-10 П и метилированные сахара разделяли
методом ПТСХ в системе 2а. В результате сравнения с истинными
образцами при ТСХ в системе 2а и методом ГЖХ метилгликозидов
отождествили следующие метилированные сахара:
: ., - . ' ОТН
Фаза 2 Фаза 3
2, 3, 4. 6-Тетра-0-метил-?>-глюкопираноза 1,00; .1,45 1,00; 1,34
3,4, б-Три-0-метил-.О-глюкопираноза 3,17; 3,87 1,65; 2,21
. Т "/I
2, 3, б-Три-О-метнл-О-галактопираноза
4; 3,85 1,59; 2,11
4,51; 4,90 2,52; 2,56
Восстановление продукта Iа/1б боргидридом натрия. 1,6 г суммы
гликозидов 1а/1б растворяли в 200 мл воды и добавляли 0,96 г, боргид-
рида натрия. Раствор оставляли на 16 ч при 20°, затем приливали
12,5 мл концентрированной серной кислоты в 37,7 мл воды, после чего
нагревали 6 ч при 100°. Реакционную смесь охлаждали, осадок
промывали водой и высушивали. Получили 620 мг суммы агликонов,
разделением которой методом КХ в системе 2в изолировали 24 мг дигидро-
20
неотигогенина (VIII) С27Н4бОз, т. пл. 169—170° (ацетон), [a]D —
—19,5±2° (с 1,12; хлороформ), v™^ : 3400 см-1 (ОН),М+ 418.
Дигидронеотигогенин (VIII) из II. К раствору 5 г хлористого
алюминия в абсолютном эфире на ледяной бане добавляли порциями 0,45 г
литииалюминиигидрида и в течение 15 мин приливали раствор 0,5 г
неотигогенина (II) в 40 мл абсолютного эфира. Все операции
проводили при перемешивании. Затем реакционную смесь два часа кипятили.
7—141

540
И. А. Исраилов и др.
После этого добавляли 200 мл разбавленного раствора соляной кислоты
и эфирный слой отделяли. Водный слой проэкстрагировали эфиром.
Объединенный эфирный раствор промывали раствором NaHC03, водой,
высушивали над безводным сульфатом натрия и упаривали досуха.
Многократной перекристаллизацией из ацетона получили 0,28 г ди-
гидронеотигогенина (VIII) С27Н46О3, т. пл. 170—17Г, [a]D — 20,9 ± 2°
(с 1,12; хлороформ), v^ : 3400 см-1 (ОН). Спектр ПМР (CDC13, б,
м. д.): 0,73 (ЗН при С-18, с), 0,78 (ЗН при С-19, с), 0,88 (ЗН при С-27, д,
т = 6Гц), 0,96 (ЗН при С-21, д, т = 6Гц), 3,39 (4Н при С-3, С-22 и С-26,
м), 4,12 (Н при С-16, м), М+ 418.
ВЫВОДЫ
Подтверждено строение фуростанолового гликозида из семян Liko-
persikum esculentum Mill., который является З-0-В-.О-глюкопиранозил-
(1—>-2)-0-8-.0-глюкопиранозил-(1 — 4!-0-в-.0-галактопиранозид-25(8)-5а-
фурост-Зр,22а,26-триол-26-0-6-Д-глюкопиранозидом.
Получены три новых спиростаноловых гликозида неотигогенина:
томатозид В (3-0-В-/)-глюкопиранозил-(1—^2)-0-В-/)-глюкопиранозил-
(1—>4)-0-р-?-галактопиранозид-25(8)-5а-спирост-Зр-ол), З-0-В-.О-глю-
копиранозил-(1—^4)-0-р-?)-галактопиранозид-25(8)-5а-спирост-Зв-ол и
3-0-в-.0-галактопиранозид-25 (S) -5а-спирост-Зв-ол.
ЛИТЕРАТУРА
(1] А. П. Щелочкова, К. К. Кошоев. Изв. АН КиргССР, 3, 52 (1971).
[2] S. Kiyosawa, M. H u t о п, Т. Komori, Т. N oh a r a, I. Hosokawa, T.
Kawasaki. Chem. Pharm. Bull., 16, 1162 (1968). {3] Т. Kawasaki, Т. Komori,
К- Miyahara, Т. Nohara, I. Hosokawa, K- Mihashi. Chem. Pharm. Bull.,
22, 2164 (1974). {4] M. E. Wall, С R. Eddy, M. L. McClennan, M. E. К 1 и m p p.
Anal. Chem., 24, 1337 (1952). [5] С R. E d d y, M. E. W a 11, M. K. Scott. Anal. Chem.,
25, 266 (1953). [6] R. Tschesche, G. Ludke, G. Wulf f. Chem Ber., 102, 1253
(1969). [7] R. Tschesche, G. Wulff. Fortschritte der Chemie Organische Naturstof-
fe. Wien, Springer—Verlag, New-York, 30, 479 (1973). [8] П. К. Кннтя, Г. В. Л а-
зурьевский. Стероидные гликозиды ряда спиростана. Кишинев, 62 (1979). [9]
Н. Sato, S. Sakamura. Agr. Biol. Chem., 37, 225 (1973). [10] L. H. Goodson,
С R.' Noller. J. Amer. Chem. Soc, 61, 2420 (1939). [11] Т. Т. Горовиц. Химия
природ, соедин., 263 (1970). [12] В. Т. Чернобай. Ж- общ. химии, 34, 1018 (1964).
[13] S. Hakomori. J. Biochem., 55, 205 (1964). [14] J. M. Van der Veen. J. Org.
Chem.., 28, 564 (1963). [15] H. К. Кочетков, А. Ф. Бочков, Б. А. Дмитриев,
А. И. Усов, О. С. Чиж о в, В. Н. Шибаев. Химия углеводов. М., 43 (1967).
[16] W. Klyne. Biochem. J., 47, XLI (1950). ,[17] R. Kuhn, I. Low, H. Trisch-
mann. Chem. Ber., 90, 203 (1957). {18] Ю. С. Воллернер, М. Б. Горовиц,
Т. Т. Горовиц, Н. К. А бу б а киров. Химия природ, соедин., 740 (1978).
[19] А. Н. Albert, G. R. Pet tit, P. Brown. J. Org. Chem., 38, 2197 (1973).
Институт органической химии Поступило
АН КиргССР 7. IV 1980 г.
Фрунзе
Ордена Трудового Красного Знамени
Институт химии растительных веществ
АН УзССР
Ташкент
УДК 547.943
СТРОЕНИЕ ЛЕДЕРИНА
И. А. Исраилов, Ф. М. Меликов, М. С. Юнусов, Д. А. Муравьева,
С. Ю. Юнусов
Продолжая разделение суммы алкалоидов надземной части Coryda-
lis ledebouriana К а г. et Kir., собранной в Баралдайсае (КазССР) [1],

Строение ледерина 541
из нефенольной части выделили новое оптически активное основание
с т. пл. 208—209°, названное нами ледерином (I). Ледерин был выделен
также из нефенольной эфирной суммы алкалоидов Dicentra peregrina
(Rudolph i) Fedde, собранной на о. Сахалин.
В ИК-спектре основания имеются полосы поглощения при 3600—
3150 (активный водород), 1760 (сложноэфирный С=0), 1605, 1500
(ароматическое кольцо), 1050, 940 см-1 (СН202). В ЯМР-спектре I
отмечаются трехпротонный синглет при 1,90 м. д. (СОСН3), однопротон-
ный синглет при 5,23 м. д., две пары однопротонных дублетов при 5,86;
5,89; 6,00; 6,03 м. д. (J — 2 Гц) (2СН202). В ароматической области
спектра есть однопротонные синглеты при 6,18; 6,51; 6,66 м. д. и двух-
протонный синглет при 6,78 м. д. Остальные протоны проявляются в
виде мультиплета в области 2,40—3,65 м. д.
При метилировании основания по Крейгу [2] получили N-метил-
ледерин (II). Омыление II дает О-деацетил-Ы-метилледерин (III),
идентичный северцинину [3].
Согласно приведенным данным, ледерин относится к спиробензил-
изохинолиновым алкалоидам [4]. Для установления месторасположения
ацетильной группы в ледерине получили О-ацетилсибирицин (V) ацети-
лированием сибирицина (IV) [5—7] уксусным ангидридом в пиридине.
Восстановление V боргидридом натрия приводит к получению О-аце-
тилдигидросибирицина, идентичного N-метилледерину. Следовательно,,
ацетильная группа в ледерине находится при Cg.
Экспериментальная часть
Для хроматографирования использовали силикагель марки КСК.
Для ТСХ применяли системы растворителей 1) бензол — спирт (9:1)
и 2) хлороформ — спирт (9:1). ИК-спектры снимали на приборе UR-10
(таблетки с КВг), ЯМР-спектры — в CDC13 на приборе JNM-4H-
100/100 МГц с ГМДС в качестве эталона (б-шкала), масс-спектры —
на приборе МХ-1303.
Ледерин, т. пл. 208—209° (метанол), [a]D +13° (с 0,84; хлороформ).
N-Метилледерин (II). 48 мг ледерина в 5 мл смеси Крейга (0,25 мл
25%-ного СН20 и 25 мл СН3ОН) перемешивали в течение 1 ч, добав--
ляли 0,45 г боргидрида натрия и продолжали перемешивать еще 1 ч.
Раствор упаривали досуха. Остаток растворяли в 20 мл 5%-ной серной
кислоты и, подщелачивая 25%-ным NH3, экстрагировали эфиром.
Растворитель отгоняли и остаток хроматографировали на колонке с силика-
гелем. Элюируя смесью бензол—спирт, выделили 23 мг аморфного
вещества (II). ИК-спектр: vmax 1740 см-1. Масс-спектр: 411 (М+), 368,
351 (100%), 336, 333, 322, 190.
Омыление N-метилледерина. 21 мг II в 5 мл 5%-ного КОН в
метаноле кипятили 1 ч. Растворитель упаривали, остаток растворяли в 15 мл

542
О. Д. Тураев и др.
5%-ной H2SO4 и при подщелачивании 25%-ным NH3 экстрагировали
эфиром. Остаток после отгонки растворителя обработали спиртом.
Получили северцинин (III), с т. пл. 90—91°.
О-Ацетилсибирицин. К 40 мг сибирицина в 0,2 мл пиридина
добавляли 2 мл (СН3СО)20 и смесь оставляли на сутки. После упаривания
растворителя и обычной обработки получили О-ацетилсибирицин (V)
с т. пл. 187—188° (метанол). ИК-спектр: ' vmax 1710, 1730 см-1. ЯМР:
1,68 (СОСНз), 2,29 (N—СНз), 5,71; 5,77 (д, J-2 Гц, СН202), 6,09 (1H);
6,11 (1Н), (СН202); 5,97 (1Н), 6,45 (1Н), 6,57 (1Н), 6,95 и 7,45 м. д.
(2Н, д, J=8 Гц).
Восстановление О-ацетилсибирицина. Смесь 36 мг О-ацетилсибири-
цина и 0,15 г NaBH4 в 5 мл абсолютного метанола перемешивали
30 мин. Растворитель отгоняли, остаток обрабатывали 5%-ной H2S04
и, подщелачивая аммиаком, продукт реакции экстрагировали эфиром.
Остаток после отгонки эфира хроматографировали на колонке с сили-
кагелем. Элюируя смесью бензол—спирт, выделили 21 мг дигидро-О-
ацетилсибирицпна, идентичного по ТСХ II.
ВЫВОДЫ
На основании спектральных данных и химических превращений
установлено строение нового спиробензилизохинолинового алкалоида
ледерина. -.- -¦.:.,«,¦.,¦.: , .., .
ЛИТЕРАТУРА
[1] И. А. Иср аилов, М. С. Ю н у с о в, С. Ю. Ю ну сов. Химия природ,
соедин., 418 (1979). [2] Т. Macao, К. Муцуо. J. P h а г m. Soc. Japan, 85, 17 (1965)
РЖХимия, 9ж, 523 (1966). [3] Т. И р г а ш е в, И. А. И с р а и л о в, М. С. Ю н у с о в,
С. Ю. Ю ну сов. Химия природ, соедин., 536 (1978). (4] F. S а п t a v у. The
Alkaloids (R. H. F. Manske and R. Rodrigo ed.), XVII, 385, Acad. Press, New York
(1979). [5] R. H. F. Manske, R. Rodrigo. D.B.Maclean, D. E. F. G г а с е у,
J. K. Saunders. Can. J. Chem., 47, 3585 (1969). [6] C.-M. H а с и р о в, И. А. И с-
р а и л о в, Л. Г. Кузьмина, М. С. Юнусов, Ю. Т. Стручков, С. Ю. Ю н у-
сов. Химия природ, соедин., 752 (1978). [7] В. С. N a Ilia h, D. В. MacLean,
R. Rodrigo. Can. J. Chem., 57, 1545 (1979).
Ордена Трудового Красного Знамени Поступило
Институт химии растительных веществ 25. IV 1980 г.
АН УзССР
Ташкент
Пятигорский фармацевтический институт
¦ УДК 547.962.541.§4
СИНТЕЗ ТРИФТОРАЦЕТИЛЬНЫХ ПРОИЗВОДНЫХ
ОЛИГОПЕПТИДОВ — АНАЛОГОВ ФОСФОРИЛИРУЕМОГО
УЧАСТКА 33—40 ГИСТОНА HI
О. Д. Тураев, Л. И. Марьяш, В. К- Буриченко, В. А. Шибнев
В последнее время широкое применение находят трифторацетиль-
ные производные биоорганических соединений, используемые в качестве
так называемых фторных меток при изучении модельных биологически
важных систем методом 19F-#MP [1, 2]. Этот метод может быть весьма
чувствительным инструментом для изучения конформационных
изменений различных гистонов и, в частности, гистона HI в процессе комплек-
сообразования с ДНК- Кроме того, весьма интересным представляется

Синтез трифторацетильных производных олигопептибов
543
исследование поведения ДНП-комплекса при различных
ферментативных модификациях.
Известно, что фосфорилирование гистона HI по остатку серина-37
приводит к ослаблению жесткости связывания или частичной
диссоциации с ДНК центрального, глобулярного сегмента молекулы HI [3, 4].
В то же время остается недостаточно ясным вопрос о влиянии
процесса фосфорилирования на конформационные свойства участка
гистона, включающего серин-37. С этой целью мы синтезировали ряд
пептидных фрагментов, являющихся аналогами фосфорилируемого участка
33—40 гистона HI, защищенных по а-аминогруппе трифторацетильной
группировкой. Ранее мы показали, что пептиды подобной последова-
t.ys
Вое
Вое
Вое
TFA
TFA_
Lys Lys
Д_Ме Бос
4Z
ОН Н
П—*
AEtt
Ma
ОМе
ОМе z
ОМе
ОН Н
¦AEtt
m н-
DH Н
.оме.
ОМе
НВг
.ОМе
.ОМе
НВг .
J_ DMe
-ОМе
CFjCOQH
-ОМе
.ОМе
тельности способны подвергаться ферментативному фосфорилиро-
ванию [5].
Синтез пептидов осуществляли постадийно с С-конца блоками,
состоящими из 2—5 аминокислотных остатков, сочетая карбодиимидный
и азидный методы по общей схеме. Необходимо отметить, что оксигруп-
па серина в процессе синтеза пептидов оставалась не защищенной. Мы
преднамеренно избрали этот путь, так как для дальнейших
исследований процессов фосфорилирования нам необходимо иметь соединения со
свободной ОН-группой. Поэтому представлялось целесообразным
использовать модифицированный по Рудингеру [6] азидный метод с
использованием бутилнитрита, исключающий побочные реакции,
связанные со свободной ОН-группой серина. Для блокирования а-аминогрупп
аланина, глицина и е-аминогруппы лизина использовали бензилокси-
карбонильную (Z), а для а-аминогруппы лизина — трет.-бутилокси-
карбонильную (Вое) защитные группировки. Снятие боковых защитных
групп осуществляли действием галоидоводородов в абсолютной три-
фторуксусной кислоте в присутствии анизола. Конечные трифтораце-

544
О. Д. Тураев и др.
тильные (TFA) производные пептидов очищали на колонке с силикаге-
лем. Выход и константы полученных соединений представлены в
таблице.
ЭКСПЕРИМЕНТАЛЬНАЯ ЧАСТЬ
Исходные аминокислоты L-формы. Индивидуальность
синтезированных продуктов контролировали ТСХ на пластинках с закрепленным
слоем силикагеля (25x75 мм, 250 меш) и на пластинках «Силуфол
UV-254» в следующих системах: 1) бутанол-1 — вода — уксусная
кислота (100:30:10), 2) бутанол-2 — 3%-ный водный NH3 (100:44),
3) бензол — спирт (6:40), 4) бутанол-1 — уксусная кислота —
пиридин — вода (15 : 3 : 10 : 12), 5) хлороформ — метанол — уксусная
кислота (90:8:2). Электрофоретический анализ соединений со свободной
аминогруппой проводили на бумаге «Whatman 2» при рН 2,7 в 0,2 М
СН3СООН при градиенте напряжения 38 В/см. Угол вращения
определяли на автоматическом поляриметре А1-ЕПЛ. Защищенные
аминокислоты, а также их метиловые эфиры и гидразиды получали по
стандартным методикам [8].
Получение соединений I, II. 10 ммоль гидразида карбобензокси-
аланил-серина растворяли в 2 мл диметилформамида и подкисляли 4 п.
HCl/тетрагидрофуран до рН 2,5. Раствор охлаждали до —20° и
добавляли при перемешивании 20 ммолей н-бутилнитрита [9]. Смесь
выдерживали 25 мин при —20°, доводили триэтиламином до рН 7,5 и
прибавляли охлажденный раствор бромгидрата метилового эфира глицил-про-
лил-пролина (10 ммоль) в хлороформе, содержащего 10 ммолей
триэтиламина. Реакционную смесь оставляли на 72 ч при комнатной
температуре, после чего растворитель упаривали в вакууме. Остаток
растворяли в хлороформе и обрабатывали последовательно 1 н. НС1,
0,5 н. NaHCQ3, водой, сушили над MgS04 и упаривали. Остаток дважды
переосаждали из хлороформа эфиром.
Получение соединений X, XI, XII, XIII, XIV. 1 г N" -защищенных
пептидов VII, VIII растворяли в 5 мл абс. CF3COOH и выдерживали при
комнатной температуре в течение времени, указанного в таблице.
Затем реакционную смесь трижды перегоняли с абсолютным бензолом,
остаток промывали хлороформом, этилацетатом, растворяли в ацетоне
и отфильтровывали, после чего добавляли эфир до полного высаждения
полученного продукта.
Получение соединения VIII. 1 ммоль соединения IV растворяли в
диметилформамиде, охлаждали до —10° и добавляли 1 ммоль дицикло-
гексилкарбодиимида и через 5 мин — 1 ммоль соединения VI в ДМФА,
содержащем 1 ммоль N-метилморфолина. Реакционную смесь
перемешивали 5 ч при —10° и оставляли при комнатной температуре на 2 сут.
К реакционной смеси на холоду приливали 50 мл 10%-ной лимонной
кислоты. Выпавший осадок отфильтровывали, растворяли в хлористом
метилене и вновь отфильтровывали от дициклогексилмочевины и
фильтрат промывали 0,5 н. NaHC03 (ЗхЮ мл), водой, сушили над MgS04
и упаривали. Кристаллизацию проводили из спирта.
Соединения VII и IX получили аналогичным методом. Синтез
Boc-Lys(Z)-Lys(Z)-OH и Boc-Lys(Z)-Lys(Z)-Ala-OH описан ранее [10].
Получение соединений XV, XVI, XVII, XVIII, XIX. 1 ммоль
соединений X, XI, XII, XIII, XIV растворяли в 5 мл ДМФА и доводили
триэтиламином рН до 9. Затем прибавляли 10 ммолей тиоэтилового эфира
трифторуксусной кислоты и перемешивали на магнитной мешалке от б

Соединение
I. Z-Ala-Ser-Gly-Pro-Рго-ОМе
II. Z-Ala-Ser-Ala-Pro-Pro-OMe
III. Boc-Lys (Z)3-AIa-OMe
IV. Boc-Lys (Z)3-Ala-OH
V. IlBr-H-Ala-Ser-Qly-Prn.-OMe
VI. HBr- H-AIa-Ser-Ala-ProrOMe
Vll. Boc-Lys (Z)3-AIa-Ser-Ala-Pro2-OMe
VIII. Boc-Lys (Z)3-Ala2-Ser-Ala-Pro2-OMe
IX. Boc-Lys (Z)2-Ala2-Ser-Gly-Pro2-OMe
X. CF3CO OH. H-Lys (Z)2-Ala-Ser-Gly-Pro2-
XI. CF/ ООН ¦ H-Lys (Z)3-Ala-Ser-GIy-Pro2-
Xll. CF3COOH • H-Lys (Z)3-Ala-Ser-Ala-Pro2-
XIII. CF3CQOH- H-Lys (Z)3-Ala2-Ser-Ala-Pro
XIV. CF3COOH-H-Lys (Z)2-Ala2-Ser-Gly-Pro2
XV. TFA-Lys (Z)2-Ala-Ser-Qly-Pro2-OMe
XVI. TFA-Lys (Z)r Ala-Ser-Qly-Pro2-OMe
XVII. TFA-Lys (Z)3-Ala-Ser-Ala-Pro2-OMe
XVIII. TFA-Lys (Z)2-Ala2-Ser-Gly-Pro2-OMe
XIX. TFA-Lys (Z)3-Ala2-Ser-Ala-Pro2-OMe
XX. TFA-Lys2-Ala-Ser-Gly-Pro2-OMe
XXI. TFA-Lys3-Ala-Ser-Gly-Pro2-OMe
XXII. TFA-Lys2-Ala2-Ser-Gly-Pro2-OMe
XXIII. TFA-Lys3-Ala2-Ser-AIa-Pro3-OMe
XXIV. TFA-Lys3-Ala-Ser-Ala-Pro2-OMe
'^Me*
OMe*
OMe
2-OMe
-OMe
Метод
Азидный
Азидный
Карбодиимидный
1 н. NaOH-C,H5OH,
105 мин
hBr/CF3—COOH,
25 мин
riBi/CF3—СООИ,
3J мин
Карбодиимидный
Карбодиимидный
Карбодиимидный
45 мин
130 мин
55 мин
55 мин
45 мин
HBr/CF3COOH
HBr/CF3COOH
HBr/CF3C")Oh
HBr/CF3COOH
HBr/CF3COOH
Выход,
%
•
80
83
S5
94
80
95
57
60
63
78
89
77
64
85
60
80
72
56
67
52
57
72
67
80
* Синтез Вос-производных соединений X и XI описан нами в работе [7].
Т. пл., °С
105—108
134-136
122—124
88-89
172—174
149—152
[а)22, град
—44,3, с 0.98, СН3ОН
. —108,1, с 2,2; СНС13
—16,9, с 1,85; С2Н5ОН
—
-67,4, с 1,1; СН3ОН
—
Rf системы
0 63(1); 0,51(2)
0,65(1); 0,30(2)
0,95(1); 0,95(2)
0,74(2)
0,55(1); 0,48(2)
0,40(1); 0,23(2)
120—122
158-160
j 55—156
Аморфн.
Аморфн.
Аморфн.
Аморфн.
128-130
129—131
136—137
144—146
182-184
153 — 156
174-176
179—180
162-164
169—170
219-220
-48,8, с 1,6 СНС13
-54,9, с 1,64; CrfCl3
-70, с 1,0; СНС13
-80, с 1,0; СНС13
-45, с 1,0; СНС13
-50, с 1,0; СНС13
-56,5, с 1,0; СНС13
-61, с 1,0; СНС13
— 110,5, с 1,0; Н20
— 126,4 с 1,0; Н20
— 117,2, с 1,0; Н20
-138.7,с 1,0; Н20
—135,3, с 1,0; Н20
0,69(1); 0,82(2)
0,80(2); 0,88(3)
0,54(2);
0,57(2);
0,73(1);
0,58(2);
0,45(2)
0,64(2);
0,75(2);
0,4(2)
0,79(2);
0,81 (2);
0,32(2);
0,40(2);
0.71 (4)
0,75(4)
0,79(4)
0.77(4)
0,81 (4)
0.45(2)
0,30(5)
0,80(4)
0,91(4)
0,93 (-4)
0,92(4)
0,75(4)
0,82(4)
!
it
'1
к
'1
о
S
о
О

546 О. Д. Тураев и др.
до 10 ч при комнатной температуре. Процесс реакции контролировали
ТСХ. После окончания реакции смесь подкисляли 1 н. НС1 до рН 4 и
экстрагировали хлороформом (3x20 мл). Хлороформный экстракт
промывали водой до нейтрального рН и упаривали. Остаток переосаждали
из хлороформа эфиром. После многократной декантации эфиром
остаток перекристаллизовывали из спирта.
Получение соединений XX, XXI, XXII, XXIII, XXIV. 0,5 ммолей
метилового эфира соединений XV, XVI, XVII, XVIII, XIX растворяли в
2 мл абс. CF3COOH, содержащего 0,1% анизола, и пропускали ток
сухого НВг в течение 70—90 мин. Добавляли 5 мл абсолютного бензола и
упаривали в вакууме при 30°. Остаток промывали ацетоном для
удаления следов анизола и переосаждали из спирта ацетоном. Полноту
снятия карбобензоксигрупп контролировали спектрофотометрически при
X 235—280 нм. Полученные продукты пропускали через колонку с си-
ликагелем (Л 40/100 мк). Элюировали буферным раствором бутанол-1 —
уксусная кислота — пиридин — вода (15:3:10:12). Скорость
вытекания 12 мл/ч. Отобранную фракцию высушивали лиофильно.
Гомогенность полученных метиловых эфиров TFA-производных пептидов
контролировали 19Р-ЯМР-спектроскопией.
ВЫВОДЫ
Синтезирован ряд метиловых эфиров трифторацетильных
производных пептидов, являющихся аналогами аминокислотной
последовательности 33—40 гистоновой фракции HI тимуса теленка. .
ЛИТЕРАТУРА
[1] R. A. Dwek, P. W. Kent, A. Y. X a v I e r. Eur. J. Biochem., 23, 343 (1971).
[2] Н. Huestis, М, R a f f е г у. Biochemistry, 10, 1181 (1971). [3] М. P. Kirpi-
chnikov, A. V. К и г о с h k i n, В. О. Glotov, E. S. Sever in. Stud. Biophys.,
72, 171 (1978). [4] В. Н. Б у ш у е в, Б. А. Король, С. Н. Курочкин, Л. П. К а го-
шин, Е. С. Северин, С. В. Шляпников, В. А. Ш и б н е в. Докл. АН СССР,
227, 489 (1976). (5J S. N. К и г о с h k i n, V. A. S h i b n e v, E. S. S e v e r i n,
O. D. Turaev, V. К Burichenko. FEBS Letters, 88, 59 (1978). [6] J. H о n z 1,
J. Rudinger. Collect. Czech. Chem. Commun., 26, 2333 (1961). [7] В. А. Шибнев,
О. Д. Тураев. Изв. АН СССР, сер. хим., 4, 916 (1976). [8] Э. Шредер, К.
Любке. Пептиды. М. (1967). [9] В. Н о й е с. Синтез органических препаратов. М., 131
(1949). [10] Л. И. Марьяш, В. А. Шибнев. Изв. АН СССР, сер. хим. 8, 1858
(1972).
Институт химии им. В. И. Никитина АН ТаджССР Поступило
Душанбе 8. IV 1980 г.
Институт молекулярной биологии АН СССР
Москва
УДК 547.233.07.088.S
СИНТЕЗ И ИЗУЧЕНИЕ СТРОЕНИЯ НОВЫХ 1Ч-ЗАМЕЩЕННЫХ
2-МЕТИЛ-5-(1-МЕТИЛЭТИЛ)-ЦИКЛОГЕКСИЛАМИНОВ
И. И. Бардышев, Н. Г. Козлов, Т. К. Вялимяэ, Т. И. Пехк
Аминопроизводные ряда п-ментана — соединения с выраженной
пестицидной активностью [1, 2]. Однако N-замещенные 2-метил-5-(1-ме-
тилэтил)-циклогексиламины, которые являются потенциально
физиологически активными веществами, изучены недостаточно. Это связано,
по-видимому, с тем, что известные способы получения [3, 4] данных
соединений весьма трудоемки и не дают возможности синтезировать
целевые продукты со сколько-нибудь высоким выходом.

Синтез и строение новых циклогексиламинов 547
В' результате целенаправленного изучения возможности синтеза
труднодоступных вторичных аминов ряда n-ментана на основе
природного сырья мы разработали простой и оригинальный метод синтеза
Ы-алкил-2-метил-5-(1-метилэтил)-циклогексиламинов [5], позволяющий
получать целевые продукты в одну стадию, с препаративным выходом.
Для синтеза соединений этого ряда впервые использовали природный
( + )5-карвон (п-ментадиен-6,8-2-он), выделенный из укропного масла
ректификацией. Сущность метода заключается в следующем: смесь
карвона и соответствующего нитрила пропускают в установке
проточного типа, в токе водорода, через слой медноалюмоокисного катализа-
Таблица 1
Состав и выход продуктов реакции гидроаминирования карвона нитрилами
(I—III) и реакции гидроаминирования некоторых альдегидов и кетонов
оксимом карвона (IV—XI)
Соединение
I
II
III
IV
V
VI
VII
VIII
IX
X
XI
Состав смеси стереоизомерных аминов, %
N-замещенные
карвоментиламины
6i
70
65
63
64
68
65
62
67
65
60
N-эамещенные изо-
карвоментнламины
21
20
20
19
15
20
19
18
18
22
25 .
N-замещенные
неокарвоментил-
амины
9
8
10
9
14
9
10
13
9
11
13
N-замещенные
неоизокарво-
менти-чамины
9
2
5
9
7
3
6
7
6
2
2
Общий выцод
аминов, %
70,0
64,2
61,5
64,7
68,3
60,8
61,1
58,2
69,5
65,0
55,9
тора. Основным продуктом реакции являются соответствующие
вторичные амины. Результаты реакции приведены в табл. 1.
На основании литературных данных о механизме реакции
гидроаминирования кетонов нитрилами [6, 7], а также экспериментальных
результатов можно предположить, что реакция гидроаминирования
( + )5-карвона (XII) алифатическими нитрилами протекает через
стадии восстановления нитрила до первичного амина, последующей
конденсации с кетоном с образованием основания Шиффа и гидрирования
последнего до соответствующего вторичного амина (способ А). В ходе
реакции происходит полное восстановление двойных
углерод-углеродных связей карвона, поэтому образующиеся в результате реакции
амины, имея три асимметрических центра (Ci, C2 и Cs), могут существовать
з виде четырех стереоизомерных оптически активных форм — N-заме-
щенных карво- (XIV), -изокарво- (XV), -неокарво- (XVI) и -неоизо-
карво- (XVII) ментиламинов.
По описанной методике были синтезированы Ы-этил-(1), -пропил-
(II), -бутил-(III)-2-метил-5-(1-метилэтил)-циклогексиламины. Однако
широкому использованию этого метода синтеза вторичных аминов
л-ментанового ряда с различным строением заместителей при азоте
препятствует ограниченный круг имеющихся в промышленности
нитрилов.
Экспериментальные данные по восстановлению оксимов до
первичных аминов в условиях, близких реакции гидроаминирования [8],
позволили впервые использовать оксим ( + )Б-карвона (XIII) как прямой
аминирующий- реагент некоторых альдегидов и кетонов. Реакцию
проводили следующим образом: раствор оксима карвона в карбонилсодер-

548
И. И. Бардышев и др.
жащем соединении пропускали в установке проточного типа, в * токе
водорода, через слой медномагниевого катализатора.
Оксим с карбонилсодержащим соединением взаимодействует по
сложному механизму параллельно и последовательно протекающих
сопряженных реакций гидрирования и конденсации на поверхности
катализатора [9, 10]. Основными продуктами реакции являются N-заме-
щенные 2-метил-5-(1-метилэтил)-циклогексиламины.
,0
NH?0H-HGt
NttOH
А
N0H
XIII
RI>N;H,
0 = CRR iH2
NHR
NHR1" |^/ }~~~^^f ,„ /->""«?- NHR'"
-Л- 1(R).2(R).5(S)- '^HR 1(S),2(R),5(S)-
1(R),2(S),5(S)-
XV xvi xv"
Полученные нами результаты по гидроаминированию оксима кар-
вона некоторыми альдегидами и кетонами приведены в табл. 1. Как
1
Соединение
R
Свойства 1(S), 2(S),
5
Т. кип., °С (р, мм d20 \ „20
рт. ст.) 4 D
(S) N-замещенных
mD
найдено
вычислено
I
II
III
IV
V
VI
VII
VIII
IX
X
XI
-С,Н5
-QH7
-С4Н9
-СН (СН3)С,Н5
-CH(QH5)3"
-СН(СН3)С3Н7
-СН(СН3)С4Н9
-СН(С2Н5)С4Н9
118-120(15)
129—131(15)
139-141 (15)
138—140(15)
149—151 (15)
143-145(15)
155-157(15)
161—163(15)
151—152(15)
162—164(15)
159—I 61 (15)
0,7869
0,7426
0,7071
0,7898
0.7515
0.7496
0.7188
0,6941
0,8946
0,8998
0,8869
1,4581
1,4602
1.4612
1.4562
1.4591
1,4581
1.4602
1,4628
I,4795
1,4821
1.5122
63,58
72.82
82,06
72,78
82,01
82,06
91,26
100,53
70,64
75.23
83,05
63,64
72,87
82,11
72.87
82,10
82 10
91.34
100,58
70,67
75,29
83,12
видно из этих данных, увеличение молекулярного веса и разветвленно-
сти радикалов карбонильного соединения приводит к понижению
выхода вторичных аминов.
Способ (Б) синтеза N-замещенных 2-метил-5-(1-метилэтил)-цикло-
гексиламинов значительно расширяет возможность получения
вторичных аминов этого ряда, так как большой выбор в отечественной
промышленности альдегидов и кетонов позволяет синтезировать амины
самого различного строения. По этому способу были синтезированы
N- (1 -метилпропил) - (IV), - (1 -этилпропил) - (V), - (1 -метилбутил) - (VI),

Синтез и строение новых циклогексиламинов
549
-(1-метилпентил)-(УП), -(1-этилпентил)-(УШ), -циклопентил-(Х1),
-циклогексил- (X), -бензил- (XI) -2-метил-5- (1 -метилэтил) -циклогексил-
амины.
Результаты исследования вышеописанных реакций при различных
температурах, давлении водорода, объемной скорости пропускания
исходной смеси позволили определить оптимальные условия их
осуществления. Из данных, приведенных на рисунке, видно, что максимальный
выход вторичных аминов при гидроаминировании карвона
алифатическими нитрилами был достигнут в интервале температур 220—230°, при
давлении водорода 15 атм и объемной скорости 0,3 ч-1.
Оптимальными условиями для проведения реакции
восстановительного аминирования некоторых альдегидов и кетонов оксимом карвона
являются температура 230—250°, давление водорода 15 атм и объемная
скорость 0,2 ч-1.
Стереохимический состав продуктов реакций исследован методом
ядерного магнитного резонанса на ядрах углерода-13. Было
установлено, что в результате описанных реакций образуется смесь четырех
стереоизомерных вторичных аминов, причем соотношение N-замещен-
ных карво-, изокарво-, неокарво- и неоизокарвоментиламинов
составляет приблизительно 65 : 20 : 10 : 5 во всех случаях. Основной продукт
реакции — изомер с триэкваториальным положением заместителей в
циклогексановом кольце — N-замещенный карвоментиламин, который
является наиболее термодинамически устойчивым. Наименее устойчив,
очевидно, неоизо-изомер, количество которого в продуктах реакции со-
Таблица 2
2-метил-5-(1-метилэтил)-циклогексиламинов
i*№,
1 iD,
град
+24,3
+21,2
+22.9
+21,3
+22,0
+21,2
+ 21,4
+20,3
+ 28,3
+24,9
+20,8
Найдено %
с
78.62
79,18
79,67
79,71
80,10
80.15
80,31
80,45
80,76
80,87
83,4!
н
13,84
13,99
13,66
13,90
13,92
13,98
13,91
13.96
13,12
13,26
11,31
N
7,24
7,30
6,80
6,85
6,41
6 37
5,93
5.75
6,42
6.08
6,05
Формула
C12H25N
C13H27N
CUH29N
CUH29N
Q5H31N
Q5H31N
C16H33N
C17H35N
C15tf29N
C1(iH31N
C„H27N
в
с
78 61
78,11
79.54
79,54
79.92
79,92
80,26
80,55
80,64
80,94
83,20
.¦числено, %
H
13,74
?3,79
13,82
13.82
13,86
13,86
13.89
13.91
13,08
13,15
11,09
N
7,64
7,10
6,62
6,62
6,21
6,21
5,85
5.52
6,27
5,90
5,71
ставляет около 5%. Отсюда можно сделать вывод, что стереохимия
реакции гидроаминирования контролируется термодинамическими
факторами.
Из полученной в результате реакции смеси стереоизомерных
вторичных аминов методом препаративной ГЖХ удалось выделить
основные компоненты смеси — N-замещенные карвоментиламины. Свойства
полученных соединений приведены в табл. 2.
Вследствие того, что изомеры имеют близкие физико-химические
свойства и не разделяются на индивидуальные соединения обычными

550 И. И. Бардышев и др.
методами, выделить в чистом виде остальные стереоизомерные амины
не удалось.
W1 ' ' ' ' I ¦ ¦——¦ ¦ ¦ i
220" 24Q 220 24а 260
Температура, "С
Зависимость выхода N-замещенных 2-метил-5-(1-метилэтил)
циклогексиламинов от температуры реакции:
а—давление водорода 15 атм, объемная скорость 0,3 ч—1 , катализатор
15% Cu/Al203+2%LiOH; б-лавление водорода 15 атм, объемная скорость 0,2 ч —
катализатор 36% Cu/MgO. Номера кривых соответствуют номерам образцов в
табл. 2.
Химические сдвиги 13С некоторых N-замещенных
Соединение
I. N-Этил карвоментиламин
N-Этил изокарвоментиламин
N-Этил неокарвоментиламин
N-Этил неоизокарвоментиламин
11. N-Пропил карвоментиламин
N-Пропил изокарвоментиламин
N-Пропил неокарвоментиламин
N-Пропил неоизокарвоментиламин
III. N-Бутил карвоментиламин
N-Бутил изокарвоментиламин
N-Бутил неокарвоментиламин
N-Бутил неоизокарвоментиламин
V. М-(1-Этилпропил) карвоментиламин
N-( 1-Этилпропил) изокарвоментиламин
г4-(1-Этилпропил) неокарвоментиламин
N-(1 -Эти л пропил) неоизокарвоментиламин
XI. N-Бензил карвоментиламин
N-Бензил изокарвоментиламин
N-Бензил неокарвоментиламин
N-Бензил неоизокарвоментиламин*
Химические
Ci
63,4
58,5
57,6
59,4
63,4
58,5
57,6
59,5
63.5
58,6
57,7
59.6
60.7
55.6
54,7
56,2
62,7
58,1
57,0
с2
38,1
34,4
36,5
31,1
38,0
34.4
36,5
31,1
38,2
34,4
36,5
31,2
39,8
35,4
37,0
31.4
38.7
34,3
36,5
с3
34,8
27,9
29,2
30,7
34,8
28,0
29,2
30,7
34.8
27,9
20,9
30,7
35,3
28.1
29,5
31.4
35.0
27,9
29,2
с,
29,3
25,3
29,5
23,5
29,3
25,3
29,6
23,5
29,3
25.3
29,7
23,5
29,5
25,5
30 3
23,5
29,4
25,3
29,Э
с5
43,2
38,9
36,6
43.9
43,5
39,0
36.5
43,9
43.5
38,9
36,6
43,8
44,0
39,1
37,1
44,2
43,6
38,7
36,8
* Углеродные химические сдвиги определены из смесей четырех изомеров.
малого содержания в смеси.
Строение синтезированных N-замещенных 2-метил-5-(1-метилэтил)-
циклогексиламинов доказано методами ИК-, масс- и ЯМР 13С
спектроскопии, а также спектрополяриметрии.

Синтез и строение новых циклогексиламинов 551
Инфракрасные спектры исследованных вторичных аминов п-мента-
нового ряда имеют характерную полосу поглощения в области 3300—
3400 см-1, обусловленную валентными колебаниями >NH-rpynnbi.
Полосы 1720 и 1665 см-1 обусловлены симметричными и
антисимметричными деформационными колебаниями вторичной аминогруппы, 3000—•
2800, 1460, 1365, 1260,., 1240, 1170, 1120 и 1015 см"1 — колебаниями
связей структурных фрагментов я-ментанового углеродного скелета.
В масс-спектрах всех полученных соединений присутствовали пики,
соответствующие молекулярным ионам М+. Дальнейшая фрагментация
под действием электронного удара происходит с разрывом связей
Сг—Сю и С5—С7. При этом образуются характерные для соединений
n-ментанового ряда [11] ионы (М—15) и (М—43).
Критерием определения структуры и конфигурации N-замещенных
2-метил-5-(1-метилэтил)-циклогексиламинов по спектрам ЯМР 13С
служило сравнение экспериментальных и расчетных химических
сдвигов изомерных карвоментиламинов. В качестве модельных соединений
использовали изомерные карвоментолы, химические сдвиги которых
были измерены ранее [12]. Хорошее совпадение химических сдвигов
углеродных атомов цикла (за исключением места присоединения
полярного заместителя и связанных с ним углеродных атомов) в спиртах и
аминах позволяет сделать вывод об одинаковом конформационном
составе отдельных изомеров. Этого и следовало ожидать, принимая во
внимание близкие конформационные энергии —ОН- и NHR-групп. На
основании химических сдвигов карвоментолов и ¦ N-замещенных 2-метил-
Таблица 3
2-метил-5-(1-метилэтил) циклогексиламинов
сдвиги 13С
Сг.
36,3
31.0
33,5
32.0
36,1
31,0
33,5
31,9
36,3
31.0
33,5
31,9
38,0
31.8
34,2
32,0
36,5
30 9
33,1
С
32-9
30.6
32.5
33,0
32,9
30.5
32.5
33,0
33,0
30.6
32.5
33,0
33,1
31,1
32.9
33.2
33,0
30,8
32.6
с
19,9
20,4
19,7
19.9
19.7
20,4
19,7
19,9
19,7
20,4
19,7
19,9
19,7
20,3
19,8
19.9
19,7
20.3
19,8
с„
19,7
20,4
19,9
20,1
19.9
20,4
19,9
20,1
19,9
20,4
19,9
20,1
20,1
20,4
20,1
20,1
20,0
20.3
19,8
с,„
19,2
18,5
18,6
10,9
J9 2
18,5
18,6
10,9
19,2
18,5
18,7
10,9
19,6
18,6
19,0
11,2
19,4
18,4
18,8
с„
41.3
41,6
42.3
41,0
49,1
49,5
50,1
48,9
47,0
47,2
47,8
46,7
57 1
57,4
57,8
56,1
51,1
51,7
52,1
С12
15,9
15,8
15,8
15,9
23,8
24,2
23,7
23,5
32,9
33,0
33.0
33,0
26,4
26,9
26,4
26,2
141,9
141.8
141,8
С,а
II. 9
11,9
11,9
11,9
20,7
20,7
20,7
20,7
9,1
9,8
9,4
9,6
128,4
128.4
128,4
си
—
—
—
—
14.1
14,1
14,1
14.2
27,5
27,5
27 3
27,4
128,4
128.4
128,4
С13
—
—
—
—
_
—
—
—
Ю,5
Ю,4
Ю,8
Ю,3
126,6
126,6
126,6
с,в
—
—
—
—
—
—
—
—
—
•—
128.4
128,4
128,4
с„
—
—
—
—
—
—
—
—
—
—
__
—
128,4
128,4
128,4
Химические сдвиги 13С N-бензил не.шзокарвоментиламина отнести не удалось ввиду
5- (1-метилэтил) -циклогексиламинов следует только изокарвоментил-
амины считать конформационно негомогенными, при этом константа
равновесия между конформерами с экваториальным (XVIII) и
аксиальным XV расположением изопропильной группы равно 1.

552
И. И. Бардышев и др.
NHR MR.
-XV XVIII
Измеренные химические сдвиги ядер 13С изомерных N-замещенных
2-метил-5-(1-метилэтил)-циклогексиламинов приведены в табл. 3.
Следует отметить довольно большие различия в экранировании углеродных
атомов в диастереотопных этильных группах в Ы-(1-этилпропил)-2-ме-
тил-5-(1-метилэтил)-циклогексиламина V.
Кривые дисперсии оптического вращения N-замещенных карвомен-
тиламинов представляют собой плавные положительные кривые.
Изучение синтезированных вторичных аминов методом ЯМР 13С,
а также определение их оптической активности позволило сделать
вывод, что в результате описанных реакций гидроаминирования образуют
ся стереоизомерные N-замещенные 2-метил-5-(1-метилэтил)-циклогек-
силамины с сохранением S-конфигурации при Cs. На этом основании:
определена абсолютная конфигурация полученных вторичных аминов
л-ментанового ряда.
ЭКСПЕРИМЕНТАЛЬНАЯ ЧАСТЬ
Гидроаминирование ( + ) S-карвона с т. кип. 86—88° (6мм),
fi?4°0,9660, п° 1,4953, [я]д° +69,1 (этанол) алифатическими нитрилами
проводили по методике [5].
Реакцию гидроаминирования некоторых альдегидов и кетонов ок-
симом ( + )S-карвона с т. пл. 72°, [«]д + 39,2° (этанол),
синтезированным по методике [13], проводили следующим образом: раствор оксима
в соответствующем карбонилсодержащем соединении пропускали в
установке проточного типа при температурах 220—270°, под давлением
водорода 12—18 атм, с объемной скоростью 0,15—0,35 ч-1, через слой
катализатора, представляющего собой 36% меди, нанесенных на окись
магния.
Вторичные амины из реакционной смеси выделяли методом
препаративной ГЖХ на хроматографе при температуре термостата колонок
120—130°, на колонке (3 мХ12—4 мм), заполненной хроматоном
N-AW-DMCS (0,2—0,25 мм), промытым 5%-ным раствором КОН в
этаноле и пропитанным 20% Apiezon L.
Все соединения, выделенные методом препаративной ГЖХ, перед
исследованиями подвергали вакуумной перегонке. Чистоту полученных
веществ определяли методом ГЖХ на хроматографе ЛХМ-7А при.
программировании температуры от 90 до 200°, на колонке (2 мХ0,5 мм),,
заполненной хромосорбом W (60—80 меш) и кристаллическим КОН;
(9: 1), пропитанным Apiezon К (12%).
Инфракрасные спектры исследуемых соединений регистрировали
на спектрометре UR-20 в диапазоне частот 400—3800 см-1 при щелевой
программе 4, скорость сканирования 60 см-'/мин. Соединения снимали
в виде жидкой пленки между пластинами КВг.
Масс-спектры снимали на приборе «Varian-MAT-311» при эмиссии
катода 1000 мА и энергии ионизирующих электронов 10 эВ.
Температура испарения образцов 150—200°, температура ионного источника 200°.
Спектры ЯМР 13С снимали на спектрометре WH-90 (Bruker) с
резонансной частотой для 13С 22,62 МГц в режиме полной развязки от-

Бензоксазолиноны. II
553
протонов. Для интерпретации сняты спектры с внерезонансной
развязкой. Концентрация растворов 1 : 4 по объему в CHC13 + CDC13. Для
стабилизации использовали дейтерорастворитель. Химические сдвиги
ядер 13С определяли относительно внутреннего стандарта — тетраме-
тилсилана. Все спектры сняли в режиме квадратурного детектирования
при использовании объема памяти 8К Для реальной части спектра.
Ширина спектра 1600—2400 Гц. Измерительный импульс для 13С равен
8 мкс (приблизительно 60°).
Кривые дисперсии оптического вращения снимали на спектрополя-
риметре «Jasko J-20» в растворе этанола (концентрация 0,1 моль/л) в
диапазоне частот 250—600 нм.
ВЫВОДЫ
Разработаны методы синтеза N-замещенных 2-метил-5-(1-метил-
этил)-циклогексиламинов путем гидроаминирования ( + )8-карвона
нитрилами и гидроаминирования альдегидов и кетонов оксимом
( + )S-KapBOHa.
Установлено, что при этом образуется смесь N-замещенных карво-,
изокарво-, неокарво-, неоизокарвоментиламинов.
ЛИТЕРАТУРА
[1] Н. На rut a, H. Y a g i, ' Т. I w a t a. Agr. Biol. Chem., 38, 1, 141 (1974).
[2] Пат. Японии 48—43612 (1973); СА 81, 115912 (1974). [3] J. В 1 а п с, Р. Сагпего,
B. Gastambide. Bull. Soc. chim. France, 8, 1864 (1964). [4] H. Feltkamp,
F. Koch, T. N. Thanh. Liebigs Ann. Chem., 707, 78 (1967). [5] И. И. Бардышев,
H. Г. Козлов. Положительное решение по заявке № 2732661 (1079). [6] Н. С.
Козлов, С. И. Козинцев, Л. В. Наумова. Докл. АН СССР, 226, 6, 1341 (1976).
[7] Н. С. Козлов, Л. И. М о й с е е н о к, С. И. Козинцев. Докл. АН СССР,
241, 6, 1345 (1978). [8] И. И. Бардышев, Н. Г. Козлов, А. А. Геллер. Изв.
АН БССР, сер. хим. наук, 3, 116 (1979). [9] Н. С. Козлов, В. А. Т а р а с е в и ч,
C. И. Козинцев, Л. В. Гладких. Докл. АН СССР, 244, 5, ИЗО (1979). [10]
Н. С. Козлов, В. А. Т а р а с е в и ч, С. И. Козинцев, Л. В. Гладких. Докл.
АН БССР, 23, 10, 910 (1979). [11] R. R у g a d e, E. S у 1 о w. Acta Chem. Scand., 17,
2025 (1963). [12] Т. И. Пехк, Э. Т. Л и п п м а а, В. И. Лысенкова, И. И.
Бардышев. Ж- орган, химии, 15, 1877 (1979). {13] J- С a s s a n, Bull. Soc. chim. France,
10, 3624 (1969).
Институт физико-органической химии АН БССР Поступило
Минск 10. III 1980 г.
Институт кибернетики АН ЭССР
Таллин
УДК 547.789,3
БЕНЗОКСАЗОЛИНОНЫ
П. СИНТЕЗЫ 3-ВИНИЛБЕНЗОКСАЗОЛИНОНОВ
И 3-ВИНИЛБЕНЗОКСАЗОЛИНТИОНА
К. Гиясов, Н. А. Алиев, Ч. Ш. Кадыров
Продолжая систематическое исследование [1] химических и пести-
цидных свойств бензоксазолинона (БН) и бензоксазолинтиона-2 (БТ),
мы задались целью синтезировать их 3-замещенные соединения, так
как реакция БТ с различными алкилирующими агентами [2—4] в
большинстве случаев приводит к 2-замещенным продуктам.

554
К- Гиясов и др.
По имеющимся в литературе сведениям [2, 5], указанные виннлазо-
лы синтезированы с помощью ацетилена. Однако при этом требуются
специальные катализаторы, жесткие условия (температура 160—175\
давление).
Мы осуществили реакцию 3-хлорметилбензоксазолинонов (1а—в)
с трифенилфосфином в растворе диоксана. При этом после
8—10-часового кипячения с хорошим выходом (таблица) получили хлористый три-
фенил~(3-бензоксазолонил)-метилфосфоний (Ша—в). Обработка
последних водными растворами карбоната натрия, формальдегида и
разделение на колонке дали 3-винилбензоксазолиноны (IVa—в) с
выходами 41—76%.
В отличие от [6] в качестве продуктов реакции мы выделили также
и 3-метилбензоксазолиноны (Va—в). Ниже приведены свойства
синтезированных соединений:
Соединение Выход,
Т. пл.,
"С
Ша
Шб
Шв
Шг
IVa
IV6
IVb
IVr
Va
V6
Vb
Vr
94
92
90
95
76
41,2
45
30,2
19
44
55,5
76
234—236
260—261
253—255.
231—233
. 49—51
79-80
77-78
100-102
83—84
102-103
143—144
127-129.
Rf Брутто-формула
0,10 QbH-iNOuPCI
0,10 C,6H,0NO,PClo
0,10 C,6H20NO,PClBr
0,10 C2eHnNOSPCl
0,83 C9H7NO.,
0,82 C9H6N0X1
0,85 C9H6NO,Br
0 86 C9H,NOS
0,61 C8H7N02
0,62 C8H6N02C1
0.60 C8HeN02Br
0,76 C8H7NOS
- +
2 +(C6H5)3P
i а-г
Г
E ш a-г
N-CH-P(csH5)3 f:#^lr_N-cH=P(CeH5)3
0
'СеН,)яР-0
(—-I- -,
fi-CH-CHj
w?=
N-CHaP(CfiH5)3CtNatG33
^'
•нсг
X
ij N-GK=0H2
вг tt-г
a. х=н,.у=и; a. x=C2,v=n-
:аг,У=0; a.X=H,y = S
Аналогично, исходя из 3-хлорметилбензоксазолинтиона (1 г),
синтезировали З-винилбензоксазолинтион-2 (IVr) с т. пл. 100—102° и 3-ме-
тилбензоксазолинтион-2 (Vr), т. пл. 126—127° (по лит. данным, т. пл.
126°) [1]. Соотношения выходов IV и V даны выше. При обработке
Ша—г водой или водным раствором формальдегида (30%), по данным
тонкослойной хроматографии (ТСХ), продукты реакции (IV и V) не
образуются. Добавка эквимолекулярных количеств водного раствора
ЫагСОз, NaOH или СгН5ОЫа приводит к соединениям Va—г.
В результате обработки хлороформного раствора Ша—г водными
растворами формальдегида и ЫагСОз образуется смесь продуктов
IVa—г и Va—г.

Бензоксаэолиноны. II
555
Строение синтезированных соединений подтверждается данными
ИК- и масс-спектроскопии. Результаты элементного анализа совпадают
с вычисленными.
Введение электроотрицательных групп (О, Вг) в 6-положение бен-
зоксазолинона приводит к снижению выхода винилированных
продуктов, при этом одновременно увеличивается выход 3-метилированных
продуктов (V6, в).
Таким образом, разработан метод получения 3-винилбензоксазоли-
нонов и 3-винилбензоксазолинтиона. На основе данной методики можно
также с хорошим выходом (76%) получить 3-метилбензоксазолинтион.
Синтезированные соединения изучены в качестве фунгицидов
против возбудителей Virticillium dahliae и Fusarium oxysporium. Из нич
фосфоновые соли были слабоактивными. Среди 6-замещенных (CI, Br,
N02) лучшую активность против указанных биообъектов показал 3-ме-
тил-6-нитробензоксазолинон, фунгицидная активность у
3-винилбензоксазолинтиона выше, чем у 3-винилбензоксазолинонов.
ЭКСПЕРИМЕНТАЛЬНАЯ ЧАСТЬ
ИК-спектры снимали на спектрометре UR-20 в таблетках,
прессованных с КВг, масс-спектры — на приборе MX-1303 с прямым вводом
при ионизирующем напряжении 40 эВ. По известным методикам
синтезировали 3-хлорметилбензоксазолинон, 3-хлорметилбензоксазолинти-
он и трифенилфосфин.
Получение 3-винилбензоксазолинона (IVa). Смесь 1,86 г (10 ммо-
ля) 3-хлорметилбензоксазолинона (1а), 2,62 (10 ммоля) трифенилфос-
фина (II) и 25 мл диоксана кипятили с обратным холодильником 8 ч,
отгоняли диоксан, остаток промывали ацетоном. Получили 4,2 г (94%)
хлористого трифенил-(3-бензоксазолонил)метилфосфония (Ша), т. пл.
234—236°, R) 0,10 в системе бензол — спирт, 10 : 1. Качественная
реакция на фосфор положительная.
К раствору 2,33 г (5 ммоля) Ша в 30 мл хлороформа при
комнатной температуре добавляли водные растворы 1 мл формальдегида
(30%) и 5 мл карбоната натрия (10%) и перемешивали 1 ч. Далее
отделяли хлороформный слой, промывали водой, сушили над СаС12,
отгоняли растворитель. Остаток, по данным ТСХ, состоит из трех продуктов.
Их разделяли на колонке (50X2 см), наполненной силикагелем (0,1 —
0,25 мк). Разделение продуктов контролировали методом ТСХ.
Проявитель: КМп04 + 48 мл Н20 + 2 мл H2S04.
При элюировании бензолом выделили 1,4 г (76%) 3-винилбензокса-
золинон (IVa), т. пл. 49—51°, R/ 0,83, лит. данные (4]: 52°. В
масс-спектре IVa имеются пики ионов с т\е 161 (М+), 133, 118, 90, 92. Данные
ИК-спектра также подтверждают строение IVa (имеются полосы
поглощения в области 925, 985, 1428, 1652 см-1 концевая —СН=СН2-группа).
Выделили 0,25 г (19%) 3-метилбензоксазолинона (Va) с т. пл. 81 —
82°, Rf 0,61. Продукт не дает депрессии температуры плавления с
известным 3-метилбензоксазолиноном [1]. Наряду с указанными выше
соединениями при дальнейшем элюировании смесью бензол — спирт
получили 2,34 г (90%) окиси трифенилфосфина, т. пл. 152—153°, Rf 0,30,
лит. данные: 151 —153°.
В аналогичных условиях из Шб,в синтезировали З-винил-6-хлор-
бензоксазолинон (IV6), выход 41,2%, т. пл. 79—80°, Rf 0,82, 3-винил-
6-бромбензоксазолинон (IVb), выход 45%, т. пл. 77—78°, Rf 0,85 и
3-вннилбензоксазолинтион (IVr), выход 30,2%. т. пл. 100—102а, Rf 0,86,
8-141

556
В. X. Митина и др.
а также 3-метилбензоксазолинтион, выход 76%, т. пл. 126—127°, лит.
данные [1]: т. пл. 127—129°.
выводы
Г. Разработан метод получения 3-винилбензоксазолинонов и 3-ви-
нилбензоксазолинтиона.
2. Показано, что аа основе данной методики можно с хорошим
выходом (76%) получить также 3-метилбензоксазолинтион.
ЛИТЕРАТУРА
Ш К. Гиясов, Н. А. Алиев, Ч. Ш. Кадыров. Узб. хим. ж., № 3, 32 (1978);
Химия природ, соедин., 713 (1979). [2J Е. Н. Прилежаева, Л. И. Ш м о н и н а.
Изв. АН СССР, сер. хим., 3, 670 (1969). [3] R. Reif ord Shelton. J. Org. Chem.,
4, 207 (1939). [4] B. Homer. J. Amer. Chem. Soc, 63, 879 (1941). [5] Г. Н. Куров,
Г. Г. Скворцов а, М. Я- Самойлова. Химия ацетилена. М., 198 (1968). [6]
И. И. Попов, А. М. Симонов, А. А. 3 у б е н к о. Химия гетероцнкл. соедин.,
№ 8, 1145 (1976).
Ордена Трудового Красного Знамени Поступило
Институт химии растительных веществ ' 20. Ill 1980 г.
АН УзССР
Ташкент
УДК 543.544
ВЫДЕЛЕНИЕ И ОЧИСТКА БИОПОЛИМЕРОВ МЕТОДОМ
АФФИННОЙ ХРОМАТОГРАФИИ
VI.* ПОЛУЧЕНИЕ И СВОЙСТВА АФФИННОГО АДСОРБЕНТА
С ПОЛИСАХАРИДНОЙ ВСТАВКОЙ ДЛЯ ОЧИСТКИ
ПРОТЕОЛИТИЧЕСКИХ ФЕРМЕНТОВ
В. X. Митина, Р. И. Якубовская, Б. А. Клящицкий, Ф. М. Шемякин
Аффинная хроматография (АФХ) на иммобилизованном
ингибиторе трипсина из бобов сои (СТИ) широко используется для очистки про-
теолитических ферментов [2]. Так, методом АФХ на СТИ-сефарозе
получены высокоочищенные препараты трипсина 13, 4] и калликреина из
плазмы крови человека [5, 6].
Как правило, присоединение СТИ к сефарозе проводили бромциа-
новым методом [4, 7]. Непосредственное присоединение
высокомолекулярного лиганда к твердому носителю может создавать существенные
стерические препятствия для последующего взаимодействия
иммобилизованного лиганда с активным центром выделяемого фермента, что, в
конечном счете, приводит к уменьшению емкости аффинного адсорбента.
В этой связи использование вставки, отделяющей лиганд от
поверхности твердого носителя, могло бы способствовать улучшению качества
адсорбента. Одним из недавних примеров иммобилизации СТИ на
сефарозе через вставку является работа [8], в которой использована
активация сефарозы, содержащей аминогруппы, с помощью глутарового
альдегида с последующим присоединением СТИ.
Недавно мы предложили [9] использовать для очистки
биополимеров различных классов АФХ на биоспецифических адсорбентах с поли-
* Сообщение V см [1].

Выделение и очистка биополимеров. VI.
557
сахаридными вставками. Принцип полисахаридных вставок реализован
в работе [10] по выделению полиА-м-РНК на полии-содержащих
адсорбентах с декстрановой или гликогеновой вставками. Указанные
адсорбенты характеризовались большим удельным содержанием лиганда и
более высокой полиА-связывающей емкостью, чем соответствующий
адсорбент без вставки — полии-сефароза. Представляло интерес
выяснить, будут ли обладать подобными преимуществами аффинные
адсорбенты с полисахаридными вставками, содержащие другие лиганды, в
частности при очистке биополимеров белковой природы.
В данной работе рассматриваются синтез и свойства нового
аффинного адсорбента с амилопектиновой вставкой для очистки протеолити-
ческих ферментов серинового класса —• «СТИ-амилопектин-гидразидо-
сукцинилсефарозы» (адсорбент А). Некоторые свойства этого
адсорбента сравниваются со свойствами аналогичного адсорбента без
вставки — «CTPI-сефарозы» (адсорбент Б) — при аффинной
хроматографии трипсина из поджелудочной железы свиньи и калликреина из
плазмы крови человека.
Для синтеза адсорбента А гидразидосукцинил-сефарозу [10]
обрабатывали периодатокисленным амилопектином при рН 4,8. Амилопек-
тин окисляли из расчета модификации примерно 5% ангидроглюкозных
остатков. После присоединения амилопектина к сефарозе остаточные
альдегидные группы на адсорбенте восстанавливали боргидридом
натрия, полисахаридную вставку активировали BrCN и присоединяли СТИ
в обычных условиях [9]. Адсорбент Б получили стандартным методом—
прямым присоединением СТИ к сефарозе 4В после ее активации BrCN.
Содержание СТИ в полученных адсорбентах определяли
дифференциальным методом по разности содержания лиганда в исходном растворе
СТИ и в промывных водах после присоединения. Согласно полученным,
данным, количество СТИ в адсорбентах А и Б колебалось в пределах
7—9 мг/мл геля.
Антитриптическую активность иммобилизованного СТИ
определяли по способности суспензии адсорбента тормозить расщепление
этилового эфира N-бензоиларгинина (Bz-Arg-OEt) трипсином. Спектрофото-
метрическое определение степени расщепления субстрата при 253 нм
осуществляли непосредственно в суспензии геля, стабилизированной
добавлением 0,1%-ного раствора агарозы [11]. Использование 0,1%-ного
раствора агарозы обеспечивало достоверное определение абсорбции в
суспензии геля. Полученные данные свидетельствовали о том, что
удельная антитриптическая активность СТИ, иммобилизованного через ами-
лопектиновую вставку, была почти в 2 раза выше активности СТИ,
непосредственно присоединенного к сефарозе (табл. 1). Использование
полисгхаридной вставки позволяло, таким образом, сохранить 20%
активности иммобилизованного СТИ по отношению к активности
ингибитора з растворе. По-видимому, полисахаридная вставка, обеспечивая
значительное удаление ингибитора от поверхности твердого носителя,
способствует сохранению конформации белка, более близкой к натив-
ной, чем при прямом присоединении СТИ к сефарозе.
Определили емкость адсорбентов А и Б по отношению к трипсину и
калликреину —- ферментам, проявляющим практически одинаковое
сродство к нативному ингибитору из бобов сои (константа ингибирова-
ния порядка Ю-10 М [12, 13]). Сорбцию протеиназ осуществляли в 0,1 М
натрий-фосфатном буферном растворе (рН 6,2) в присутствии 0,2 М
хлористого натрия при заведомом насыщении адсорбента ферментом.
После удаления балластных белков промыванием колонки
уравновешивающим буферным раствором элюция связавшейся протеиназы до-
*141

558
В. X. Митина и др.
стигалась 0,01 М соляной кислотой содержащей 1 М хлористый натрий.
Оказалось, что емкость адсорбента с полисахаридной вставкой по
отношению к обоим ферментам в ~3 раза превышает емкость СТИ-се-
фарозы (см. табл. 1). Можно полагать, что наблюдаемое увеличение
емкости адсорбента А объясняется большей доступностью реактивного
центра иммобилизованного СТИ для активного центра фермента.
Данные по очистке коммерческого препарата трипсина из
поджелудочной железы свиньи и частично очищенного препарата калликреина
Таблица 1
Свойства аффинных адсорбентов, содержащих СТИ
Адсорбент
А
Б
Антитриптическая
активность, ИЕ/мг
иммобилизованного
СТИ
4,4
2,4
Емкость по трипсину
Е/мл геля
100
30
мг/мл геля
2,5
0,75
Емкость по калликреину
Е/мл геля
56
20
мг/мл геля
2.8
1
из плазмы крови человека на адсорбентах А и Б в описанных выше
условиях приведены в табл. 2. Выход, удельная активность и степень
: •'¦ --'¦'-• '' -"'-•'- ¦'¦ Таблица 2
Очистка трипсина и калликреина на адсорбентах А и Б
сорбент.
А
Б
Фракция
Исходный
препарат
Элюат I
(уравновешивающий
буферный
раствор)
Элюат II (0,01 М
HC1 + IM NaCi)
Исходный
препарат
Элюат I
(уравновешивающий
буферный
раствор
Элюат II (0.01М
HG1+1M NaCl)
Трипсин
белок,
Мг
20
11
8.5
6
3,5
2.4
белок,
мг/мл
0,095
0.157
0,485
0,095
0,05
0.137
уд. акт.
Е/мг
18
3.3
38
18'
12
38
ВЫХОД,
9
89
11
85
степень
очистки
2,1
2.1
Калликреин
белок,
мг
836
800
10
420
410
4,5
белок,
мг/мл
1.04
5.7
0,57
1,04
2,9
0,26
уд.акт.,
Е/мг
0,25
0,00
20
0,25
0.02
20
выход,
%
96
14
85
степень
очистки
80
80
очистки этих ферментов на обоих адсорбентах были практически
одинаковыми. Существенным преимуществом очистки протеиназ на СТИ-
амилопектин-сефарозе по сравнению с адсорбентом без вставки
является получение конечного препарата фермента в гораздо меньшем
объеме злюирующего буферного раствора. Увеличение в 2—2,5 раза
концентрации очищенных АФХ на адсорбенте А препаратов трипсина и
калликреина по сравнению с АФХ на СТИ-сефарозе весьма важно для
последующей работы с этими ферментами.
Следует отметить, что после десорбции протеиназ с СТИ-амило-
пектин-сефарозы и регенерации адсорбента ингибиторная активность

Выделение и очистка биополимеров. VI.
559
иммобилизованного СТИ и емкость адсорбента практически не
изменялись.
Таким образом, введение полисахаридной вставки между СТИ и
поверхностью твердого носителя улучшает свойства аффинного
адсорбента и повышает эффективность биоспецифической очистки на нем
протеолитических ферментов.
ЭКСПЕРИМЕНТАЛЬНАЯ ЧАСТЬ
Использовали сефарозу 4В (Швеция), ингибитор трипсина из бобов
сои (Венгрия), трипсин из поджелудочной железы свиньи (ЧССР),
этиловый эфир N-бензоиларгинина (Англия), остальные реактивы —
высокой чистоты (Союзреактив, СССР).
Активацию сефарозы BrCN проводили известным методом [9].
Концентрацию белка определяли по поглощению в УФ-области при 280 нм.
СТИ-амилопектин-гидразидосукцинил-сефароза (адсорбент А).
Суспензию 10 мл BrCN-активированной сефарозы 4В в 10 мл раствора
960 мг гидразида янтарной кислоты в воде перемешивали 16 ч при 4°,
промывали 100 мл воды и 50 мл 0,1 М натрий-ацетатного буферного
раствора (рН 4,8). Полученную гидразидосукцинилсефарозу
суспендировали в растворе 972 мг периодатокисленного амилопектина [9] в 10 мл
0,1 М натрий-ацетатного буферного раствора (рН 4,8). Смесь
перемешивали 16 ч при 4°, промывали 100 мл 2 М NaCl, 100 мл воды и
перемешивали 3 ч при 4° в 10 мл 0,1 М NaHC03 с 200 мг NaBH4.
Амилопектин-гидразидосукцинилсефарозу промывали водой (50 мл)
и активировали в 10 мл 5 М калий-фосфатного буферного раствора, рН
11,9, при помощи 1,5 г BrCN. Активированный гель промывали
холодной водой и 0,1 М NaHCC>3 (по 50 мл) и немедленно смешивали с
раствором 100 мг СТИ в 10 мл 0,1 М NaHC03, содержащего 0,5 M NaCl.
Суспензию перемешивали 16 ч при 4°, адсорбент промывали 0,1 М
NaHC03 с 0,5 M NaCl до отсутствия поглощения при 280 нм в
промывных водах, затем поочередно промывали по 50 мл 0,1 М натрий-борат-
ного буферного раствора с 1 М NaCl (рН 8) и 0,1 М натрий-ацетатного
буферного раствора с 1 М NaCl (рН 4) (три цикла промывки), водой
и блокировали остаточные активные группы на адсорбенте 1 М этано-
ламином (рН 9). Адсорбент А хранили в водной суспензии в
присутствии 0,02% азида натрия.
СТИ-сефарозу (адсорбент Б) получали по методу [7].
Определение антитриптической активности иммобилизованного
СТИ. Аликвоты адсорбентов А и Б (0,01—0,10 мл) доводили до объема
1,4 мл трис-HCl буферным раствором, рН 8,0, затем добавляли 0,1 мл
раствора Юмкг трипсина в 2,5 мм НС1. Смесь выдерживали 5 мин, после
чего последовательно добавляли 0,5 мл 0,1%-ного раствора агарозы и
1 мл 15 мМ раствора BzArgOEt. Смесь тщательно перемешивали и
регистрировали кинетику гидролиза субстрата по абсорбции при 253 нм.
В контрольную пробу вместо аликвоты адсорбента добавляли
соответствующее количество незамещенной сефарозы 4В.
Активность адсорбентов выражали в ингибиторных единицах на
1 мг иммобилизованного СТИ. 1 ИЕ — условная ингибиторная единица,
соответствующая количеству ингибитора, тормозящего расщепление
1 мкмоля субстрата за 1 мин в описанных выше условиях.
Определение эстеразной активности трипсина и калликреина
осуществляли спектрофотометрически при 253 нм при 25° в 0,05 М трис-НС1
буферном растворе, используя в качестве субстрата BzArgOEt.
Активность протёиназ выражали в единицах на 1 мг фермента. IE — услов-

560 Л. С. Смирнова и др.
ная единица, соответствующая количеству фермента, способного
расщеплять 1 мкмоль субстрата за 1 мин в стандартных условиях.
Аффинная хроматография каллйкреина и трипсина. Растворы
частично очищенного препарата каллйкреина из плазмы крови человека*
(см. табл. 2) наносили со скоростью 12 мл/ч на колонки (4x0,8 см) с
адсорбентами А или Б, уравновешенные 0,1 М натрий-фосфатным
буферным раствором, содержащим 0,2 М NaCl (pH 6,2). Колонки
промывали уравновешивающим буферным раствором, элюируя балластные
белки (элюат I, см. табл. 2). Комплекс каллйкреина с СТИ разобщали
0,01 н. НС1, содержащей 1 М NaCl. Элюцию осуществляли со скоростью
48 мл/ч, собирая фракции по 2,5 мл при охлаждении льдом. К каждой
фракции немедленно добавляли 3,5 н. NaOH до рН 8,0 и определяли
эстеразную активность.
Аналогично проводили АФХ трипсина, количественные результаты
которой представлены в табл. 2.
ВЫВОДЫ
1. Синтезирован новый аффинный адсорбент с полисахаридной
вставкой — СТИ-амилопектин-гидразидосукцинилсефароза и изучены
его свойства в сравнении со свойствами аналогичного адсорбента без
вставки — СТИ-сефарозы.
2. На указанном адсорбенте проведена очистка трипсина из
поджелудочной железы свиньи и каллйкреина из плазмы крови человека.
ЛИТЕРАТУРА
[1] Б. А. Клящицкий, В. Ф. П о з д н е в, В. X. Митина, А. И.
Воскобоев, И. П. Черникевич. Биоорган, химия, 6 (1980). [2] Н. А к о, R. J. Foster,
С. A. Rvari. Biochemistry, 13, 132 (1974). [3] R. S. T e m 1 e r, J. H. R. К a g i. Enzyme,
22, 249 (1977). [4] S. F. R u s s o, D. J. Y a d о f f. Сотр. Biochem. Physiol., 60, 453
(1978). Г5] H. Heber, R. G-eiger, N. H. Heimburger. Z. Physiol. Chem., 359, 659
(1978). [6] S. Sampaio, S.-C. Wong, W. E. Shaw. Arch. Biochem. Biophys., 165,
133 (1974). [7] J. Porath, R. A x e n, S. Ernback. Nature, 215, 1491 (1967). [8]
I. Karube, Y. Ishimori, S. Suzuki. Anal. Biochem., 86, 100 (1978). [9]
Б. А. Клящицкий, В. Х. Митина. Ж. общ. химии, 48, 913 (1978). [10]
•Б. А. Клящицкий, Г. Е. К о р о л е в а, В. X. Митина, Р. П. Алехина,
И. Б. Зборовская, А. Б. Лихтенштейн. Биоорган, химия, 5, 92 (1979). [11]
A. Miyagawa, Т. О k u у a m a. J. Biochem., 81, 1715 (1977). [12] Н. Tchesche.
Angew. Chem., 13, 10 (1974). [13] Т. С. П а с х и н а, А. В. Кринская, В. Г. Зыло-
ва. Биохимия, 40, 302 (1975).
Институт биологической и медицинской химии Поступило
АМН СССР 25. IV 1980 г.
Москва
1-й Московский ордена Ленина
и ордена Трудового Красного Знамени
медицинский институт им. И. М. Сеченова
УДК 547.621:032.11
ПМР-СПЕКТРЫ ДИОКСАНЛИГНИНОВ
НЕКОТОРЫХ РАСТЕНИЙ СЕМ. МАЛЬВОВЫХ
Л. С. Смирнова, Г. Н. Далимова, X. А. Абдуазимов
Продолжая ПМР-спектроскопические исследования [1, 2] диоксан-
лигнинов (ДЛА), мы изучали препараты из зрелых стеблей Althea
* Частичная очистка каллйкреина из плазмы крови человека с использованием
хроматографии на ДЭАЭ-сефадексе А-50 и СР-сефадексе С-50 будет описана в
отдельном сообщении.

Спектры диоксанлигнинов
561
rhuticarpa, A. nudiflora и A. rosea (алтея сетчатоплодного, голоцветно-
но и розового соответственно) и кенафа сорта Узбекский 15-74
сравнительно с ДЛА зрелых стеблей хлопчатника сорта 108-Ф. Получение и
характеристика ДЛА описаны в работах [3—5]. Ниже приведены
развернутые формулы препаратов:
ДЛА алтея сетчатоплодного
С9Н7)61О1ХОСН3)Ь07(ОНф)мз(ОНал)0;93(Осо)0>52(Оар_ал)0>57;
ДЛА алтея голоцветного
С9Н6,84О1,21(ОСН3)ь2(ОНф)0:33(ОНал)а77(Осо);71(ОЕр_ал)0,62;
ДЛА алтея розового
С9Нб,з50о,82(ОСН3)1>25(ОНф)02(ОНал)ВД7(Осо)аз(Оар_ал)08(ООНсоон)ад56;
ДЛА кенафа
C9H6,6Oo>9(OCH3)b34(OH$)0)25(OHaj)lj01(Oco)0;17(Oap_a;jo,75(OOHCOOH)ao2;
ДЛА хлопчатника
СА«Оо.58(ОСНз)1ра(ОНф)0^(ОН.л)ода(Осо)0>^О.р_„)0>56(ООНсоон)010В!..
ПМР-спектры настоящих и ранее исследовавшихся препаратов
ДЛА [1, 2] сходны, однако,при подсчете в них обнаружено существенное
различие количества протонов. Сигналы идентифицировали в
соответствии с литературными данными [6—8]. Для этого все спектры
разделили на семь областей, соответствующих определенным типам
протонов. При количественном определении протонов за основу взяли число
метоксилов на Сд, найденных анализом функциональных групп (см.
эмпирические формулы), как это было сделано прежде [1, 2].
Распределение протонов в фенилпропанозых звеньях ДЛА приведено в таблице.
Как следует из таблицы, число ароматических протонов (зона I)
во всех препаратах ДЛА, исключая хлопчатник, меньше двух, что
свидетельствует о высокой степени замещения в бензольных кольцах.
Основываясь на количестве ароматических протонов, подсчитанных по ПМР-
спектрам ранее предложенным методом [8], нельзя рассчитать
процентное содержание конденсированных ароматических ядер в препаратах,
так как в них, по данным щелочного нитробензольного окисления, на
одну гваяцильную структурную единицу приходится значительное
количество n-кумаровых структур: ДЛА алтея сетчатоплодного — 0,2;
алтея голоцветного — 0,4; алтея розового — 0,5; кенафа — 0,3 [3, 9].
Таким образом, эти структуры не учитываются при определении степени
конденсированности.
Аг\
Подсчет протонов бензилацетатных групп ^СН—С— , соответ-
ствующих гидроксилам, находящимся в а-положении к бензольному
кольцу (зона II), показал, что в изученных препаратах их количества
не одинаковы: наименьшее — в ДЛА алтея голоцветного (0,39/С9),
наибольшее — в ДЛА кенафа (0,67/Сд).
В области III находятся протоны кумарановых структур. Во всех
изученных препаратах число таких структур невелико и колеблется от
0,12/Сэ (в ДЛА алтея голоцветного) до 0,18/С9 (в ДЛА алтея розового),
В зоне IV проявляются сигналы протонов метоксильных групп и
боковой цепочки Сз- Количество последних в различных препаратах
колеблется от двух до 2,4/Сд. По ПМР-спектрам эти протоны трудно
дифференцировать, так как они проявляются в виде уширенного сигнала.

562 Л. С. Смирнова и др.
Большую информацию о гидроксильных группах дают области V и
VI, где проявляются протоны ацетильных групп: в зоне V ¦—
ароматические, VI — алифатические. Ниже приведено количество ОН,
подсчитанное по данным анализа функциональных групп (графа I) и ПМР-спект-
рам (II):
ДЛА
Алтей сетчатоплод-
ныи
Алтей голоцветный
Алтей розовый
Кенаф
Хлопчатник
ОНф
I
0,43
0,38
0,20
0,25
0,44
;н
II
0.30
0,32
0,20
0,23
0,32
^¦"алиф
/
0,93
0,77
0.97
1,01
0,96
II
0,96
0,97
0,93
0,87
0,97
ОН0вщ
I
1,36
1.15
1,17
1,26
1,40
II
1,26
1,29
1,13
1,10
1.29
а-ОН
0.46
0,39
0,48
0,67
0,58
1-ОЫ
0,50
0,58
0.45
0,20
0.39
Зная общее количество алифатических и а-гидроксилов (зона II),
можно подсчитать у-гидроксильные группы,, принимая во внимание, что
Зона
- I
II
. III
IV
IVa
Остал!
V
VI
VII
Граница зоны,
м. д.
2,0-3,7
3,7-4,2
4.2—4.8
4.8—7,5
6,0—6,8
(ОСН3)
jные протоны
7,5—7,9
7,9—8,4
8,4—9,5
Сумма
Алтей сетчато-
плодный
А
12,04
4,01
2.40
45.78
27,71
18,67
5,22
24 89
7,22
100
Б
1,74
0,46
0,28
5,30
3.60*
2,09
0,61
2,88
0,84
17,41
Алтей
голоцветный
А
11.96
3,08
1,93
45,94
28.57
17,37
7,72
23,25
6,17
100
Б
1,50
0,39
0,24
5,79
3,60*
2,19
0,97
2.93
0,78
18,39
Алтей розовый
А
11,40
3,80
2.85
48,57
29,52
19.05
4,75
21,90
6,66
100
Б
1,45
0,48
0,36
6,17
3,75*
2,42
0.60
2,78
0,85
18,86
Кенаф
А
'12,50
5,20
2.00
46.87
31,25
15,62
5,20
20,30
7,80
i00
Б
1,61
0,67
0,26
6,03
4,02*
2,02
0,67
2,61
1,00
18.88
Хлопчатник
А
17,27
4,24
2,36
45,05
27,16
17,89
7.06
21,35
2,67
100
Б
2,34
0,58
0.32
6,12
3,69*
2.43
0,95
2,90
0,36
13,58
А—процентное содержание сигнала, Б—число протонов на С9. Значения,
помеченные звездочкой, взяты из эмпирических формул.
р-ОН в лигнинах или не обнаруживаются или имеются в очень
незначительных количествах. Сумма алифатических гидроксилов во всех
препаратах близка к 1. Следовательно, в каждом из изученных ДЛА
должно быть по одному гидроксилу в боковой цепочке. В ДЛА алтея сет-
чатоплодного и розового а- и у-гидроксилов приблизительно равное
количество, в ДЛА кенафа и хлопчатника преобладают а-ОН, а в ДЛА
алтея голоцветного — у-ОН.
Кроме того, во всех лигнинах найдено незначительное количество
сильно экранированных протонов (зона VII). Это, возможно,
метальные и метиленовые алифатические протоны [6, 8]. За исключением ДЛА
кенафа, их количество везде меньше одного.
Просуммировав количества протонов I, II, III, IV (без ОСН3) и
VII зон, получим их общее число в препаратах лигнинов без
функциональных групп. Для ДЛА алтея сетчатоплодного оно равно 5,41,
голоцветного — 5,10; розового — 5,56; кенафа — 5,55, хлопчатника —
6,01. Как видим, это число колеблется в довольно узких пределах, но
всегда на 1—2 единицы ниже, чем вычисленное из эмпирических формул.

Спектры диоксанлигнинов
563
ЭКСПЕРИМЕНТАЛЬНАЯ ЧАСТЬ
Препараты диоксанлигнинов ацетилировали смесью уксусного
ангидрида и пиридина при комнатной температуре в течение суток. По
окончании реакции ацетилированные препараты осаждали в воду.
После высушивания их очищали переосаждением из диоксановых
растворов в эфир. Выпавшие препараты тщательно сушили в вакуумном
эксикаторе над Р2О5.
Спектры ПМР снимали на приборе JNM-4H-100/100 МГц при 22—
24°, С 10—12% по весу, внутренний стандарт ГМДС, т-шкала,
растворитель — дейтерохлороформ.
В съемке и интерпретации спектров принимал участие к.х.н.
К. Л. Сейтаниди.
ВЫВОДЫ
Анализ ПМР спектров диоксанлигнинов трех видов алтеев, кенафа
и хлопчатника показал, что число свободных ароматических протонов
не коррелируется с количеством ОСН3-групп, что указывает на разную
степень конденсированности исследованных диоксанлигнинов. Во всех
препаратах имеется незначительное количество кумарановых структур.
По ПМР-спектрам алифатические гидроксильные группы
дифференцированы на первичные (у-ОН) и вторичные (а-ОН), проведен их
количественный подсчет.
ЛИТЕРАТУРА
[1] Н. А. Веке л ер, К. Л. Сейтаииди Л. С. Смирнова, X. А. Абду-
азимов, М. Р. Ягудаев. Химия природ, соедин., 388 (1979). [2] Л. С.
Смирнова, К. Л. Сейтаниди, X. А. Абдуазимов, М. Р. Ягудаев. Химия природ,
соедин., 116 (1980). [3] А. А. Ге р о н и к а к и, X. А. Абдуазимов. Химия природ,
соедин., 242, 685 (1976). (4] Н. Я. Кульчик. Г. Н. Д а л и м о в а, X. А.
Абдуазимов. Химия природ, соеднн., 637 (1978). [5] Н. А. Веке л ер, Л. С. Смирнова,
X. А. Абдуазимов. Химия природ, соедин., 122 (1978). [6] С. Н. L u d w i g,
В. J. Nist, J. L. McCarthy. J. Am. Chem. Soc, 86, 1186, 1196 (1964). [7\
А- Г. Журавлев, Ю. В. Гладков, И. В. Сенько, В. М. Резников. Сб.
«Химия и использование лигнина». Рига, 149 (1974). [8] Сг. Simionescu, А. С е г п а-
tescu-Asandei. Celulosa sihirtie, 21, № 6, 308 (1972). [9] А. А. Г е р о н ик а к и,
Г. Н. Д а л и м о в а, Н. Я. Кульчик, X. А. Абдуазимов. Химия природ, соедин.,
641 (1978).
Ордена Трудового Красного Знамени Поступило
Институт химии растительных веществ 10. III 1980 г.
АН УзССР
Ташкент

КРАТКИЕ СООБЩЕНИЯ
УДК 547.3
ХИНОНЫ SALVIA BUCHARICA, S. DRACOCEPHALOIDES И S. KOROLKOVII
А. С. Романова, А. В. Патудин, А. М. Махмедов, Л. Н. Первых
При качественной оценке корней четырех видов растений рода Шалфей подрода
Шрадерия, произрастающих в Средней Азии и Закавказье (Salvia acetobulosa V a h 1.,
S. bucharica M. P о p., S, dracocephaloides В о i s s. и S. korolkovii R e g e 1 et
S с h m a 1 h. — шалфей бухарский, шалфей змееголовниковый и шалфей Королькова
соответственно), ранее мы обнаружили хиноны типа ройлеанона [1, 2]. Химически
изучили хиноны корней шалфея бухарского, змееголовникового и Королькова.
Для получения хинонов измельченные воздушно-сухие корни заливали петро-
лейным эфиром (1 : 6), перемешивали 15 мин, настаивали 12 ч и экстракт
отфильтровывали. Операцию повторяли трижды. Объединеннные экстракты упаривали в
вакууме. Сухие остатки растворяли в минимальном количестве хлороформа и
полученный раствор наносили в виде полос на несколько десятков пластинок с тонким
слоем силикагеля. После хроматографирования в системе хлороформ—этилацетат
(85 : 15) соответствующие полосы снимали, вещества элюировали хлороформом и,
отогнав растворитель в вакууме, получили желтые или желто-оранжевые остатки,
которые кристаллизовали из этанола.
Все вещества получили в виде игольчатых кристаллов желтого цвета, хорошо
растворимых в ледяной уксусной кислоте, этилацетате, эфире и хлороформе; в
водных растворах щелочей они приобретают сиреневую окраску. Температуры
плавления веществ определяли в блоке Кофлера, а молекулярный вес — масс-спектрометри-
ческн.
Из корней шалфея бухарского, заготовленных в мае 1972 и мае 1979 г. з
Узбекской ССР (окрестности г. Яккабаг), выделили ацетоксиройлеанон С22Н30О5, т. пл.
211—214°, М 374 в оксиройлеанон СзоНиА, т. пл. 173—174°, М 332.
Из корней шалфея змееголовникового, заготовленных в. июне 197! и июле
1972 г. в Армянской ССР (Дженатлу и Хачик соответственно), выделили также аце-.
токсиройлеанон и оксиройлеанон.
Из корней шалфея Королькова, заготовленных в Узбекской ССР в июле 1964
(ущелье р. Чаткал), мае 1965 (южный склон Угамского хребта), мае 1971 (в долине
р. Чаткал около Аурахмата) и июле 1979 г. (склон правого берега р. Чаткал ниже
устья Акбулака), выделили те же соединения.
В корнях всех указанных видов шалфея хроматографически доказали наличие
ройлеанона. В качестве свидетелей использовали ройлеанон, ацетоксиройлеанон и
оксиройлеанон, выделенные нами ранее из корней шалфея дубравного (Salvia
nemorosa L.).
ЛИТЕРАТУРА
[1] А. С. Романова, Г. Ф. Прибылова, А. В. Патудин, Е. С.
Лескова, Д. А. Пакалн, А. И. Баньковский. Химия природ, соедин., 237 (1972).
[21 A. Patudin, A. R от an о w a, W. S. S oko low, G. Pribylowa. Planta
medica, 26, 3, 201 (1974). [3] А. С. Романова, Г. Ф. Прибылова, А. И.
Баньковский. В сб. «Поиски и химическое изучение биологически активных веществ».
М„ 6, 14 (1973).
Всесоюзный научно-исследовательский институт Поступило
лекарственных растений 31. III 1980 г.
Москва

Краткие сообщения 565
КУМАРИНЫ HAPLOPHYLLUM OBTUSIFOLIUM
А. Д. Маткаримов, Э. X. Батиров, В. М. Маликов, Е. Сейтмуратов
Продолжая изучение кумаринов надземной части HEplophyllum obtusifolium
Ledeb. [1], из спиртового извлечения выделили еще два индивидуальных кумарина.
Соединение I, согласно данным УФ-, ИК-, масс-спектров (М+ 260), соответствует
6-метокси-7-(3,3'-диметилаллилокси)-кумарину [2—4], что подтверждается получением
скополетина при кислотном гидролизе.
Соединение II состава CisHieOs (M+ 276) с т. пл. 97—98° (метанол) оказалось
новым кумарином, мы назвали его обтусинолом. Как показал УФ-спектр ( ?-щах 231,
261 пл, 298, 348 нм, Ige 4,08; 3,72; 3,69; 3,88), оно относится к производным
6,7-дизамещенных кумаринов [5]. В ИК-спектре II имеются полосы поглощения при
3467 (гидроксильная группа), 1705 (С=0 а-пирона), 1616, 1570, 1522 см—1 (С=С-свя-
зи ароматической системы. Обтусинол не содержит фенольной гидроксильной
группы, так как его УФ-спектр в присутствии щелочи не изменяется.
В ПМР-спектре II в области ароматических протонов присутствуют два дублета
с химическими сдвигами при 6,20 и 7,55 м. д. (по 1Н каждый, J=9,5 Гц) и
двухпротонный синглет при 6,78 м. д., обусловленные протонами в положениях 3,4,5,8 кума-
ринового цикла. Следовательно, обтусинол — 6,7-дизамещенный кумарин, причем
одним из заместителей является метоксильная группа (3,80 м. д., ЗН, синглет).
В спектре есть также сигналы протонов метильной группы при двойной связи
(1,83 м. д., ЗН, синглет), двух метиленовых групп (4,10 м. д., 2Н, синглет и 4,62 м. д.,
2Н, дублет, J=6,5 Гц), а также олефинового протона (5,59 м. д., мультиплет).
Изложенные данные, отличие молекулярного веса II от молекулярного веса 1
на 16 а. е. м., а также нефенольный характер обтусинола показывают, что второй
заместитель имеет строение
-0-СН=—СН=С—СН3.
CHjOH
Положение замещающих групп определили на основании получения скополетина
при кислотном гидролизе обтусинола. Таким образом, для последнего предлагается
строение II.
Строение обтусинола подтверждается также при изучении ПМР-спектра его
ацетильного производного (III), в котором двухпротонный синглет (сигнал протонов
гем-ацильной метиленовой группы) претерпевает парамагнитный сдвиг и проявляется
при 4,60 м. д. (Дб 0,5 м. д.), а сигнал протонов ацетильной группы — при 2,03 м. д.
Условия снятия спектров приведены в работе [1].
ЛИТЕРАТУРА
[1] А. Д. Маткаримов, Э. X. Батиров, В. М. Маликов, Е.
Сейтмуратов. Химия природ, соедин., 328 (1980). [2] W. He.rz, S. V. В h a t, P. S. S а п-
thanajn. Phytochemistry, 9, 891 (1970); Chem. Abstr., 73, № 7, 32327 (1970). [3]
H. Ф. Гашимов, Н. О. Оразмухамедова. Химия природ, соедин., 653 (1978).
[4] Н. Ф. Гашимов, А. 3. А б ы ш е в, А. А. К а г р а м а н о в, Л. И. Рожков а.
Химия природ, соедин., 15 (1979). [5] М. Е. П е р е л ь с он, Ю. Н. Шейнкер,
А. А. Савина. Спектры н строение кумаринов, хромонов и ксантонов. М., 9 (1975).
Ордена Трудового Красного Знамени
Институт химии растительных веществ
АН УзССР
Ташкент
Комплексный институт естественных наук
Каракалпакского филиала АН УзССР
Нукус
Поступило
15. IV 1980 г.

566 Краткие сообщения
УДК 547.972
ФЛАВОНОИДЫ TANACETUM BOREALE. I
Т. А. Степанова, В. И. Глызин
Tanacetum boreale F i s с h. ex D. (пижма северная) сем. Compositae широко
распространена в Сибири и на Дальнем Востоке [1]. С целью выяснения возможности
использования этого вида наряду с Tanacetum vulgare мы проводили сравнительное
изучение состава флавоноидов. В настоящем сообщении приводятся результаты
исследования агликоновой фракции.
Из цветочных корзинок получили сумму полифенольных соединений, 100 г
которой фракционировали. Сухой остаток эфирной фракции (16 г) наносили на колонку
с силикагелем Л 100/250 мк и элюировали смесью хлороформ—метанол в различных
соотношениях.
Получили четыре индивидуальных соединения, которые идентифицировали на
основании данных УФ-, ПМР-, масс-спектроскопии и сравнением с достоверными
образцами [2, 3].
Соединение I Ci7Hi408, т. пл. 203—208°, M+ 346, Яшах (СН3ОН) 258, 272,
356 нм—5,7,3',4'-тетраокси-3,6-диметоксифлавон (аксилларин).
Соединение II QsHioOe, т. пл. 326—330°, М+ 286, Ятах (СН3ОН) 255, 268, 295 пл,
350 нм—5,7,3',4'-тетраоксифлавон (лютеолин).
Соединение III Ci5Hio07, т. пл. 308—310°, M+ 302, Vax (СН3ОН) 256, 268 пл,
372 нм — 3,5,7,3',4'-пентаоксифлавон (кверцетин.).
Соединение IV C16Hi207, т. пл. 304—307°, M+ 316, Яшах (СН3ОН) 255, 268 пл,
370 нм — 3,5,7,4'-тетраокси-3'-метоксифлавон (изорамнетин).
Кроме соединений I—IV, в пижме северной обнаружили агликон, хроматогра-
фически идентичный апигенину. Выделить его в чистом виде не удалось.
Как показали результаты исследования, состав агликонов Т. boreale не
отличается от состава Т. vulgare.
ЛИТЕРАТУРА
[1] А. И. Ш р е те р. В кн. «Лекарственная флора Советского Дальнего Востока».
М. (1975). [21 Т. Y. Mabry, К- R. M a r k h a m, M. В. Thomas. The systematic
identification of flavonoids. Spinger Verlag, N. Y., 3 (1970). [3] К. Б. Адиходжае-
в а, А. И. Баньковский, В. И. Глызин,, Л. П. Смирнова. Фармация, 3
(1977).
Всесоюзный научно-исследовательский институт Поступило
лекарственных растений 8. IV 1980 г.
Москва
УДК 547.972
ФЛАВОНОИДЫ ASTRAGALUS AMMODENDRON
П. Хожамбергенова, К. Ф. Блинова
В надземной части Astragalus ammodendron В u n g е. (астрагал песочный),
заготовленной в Каракалпакской АССР в период цветения, методом бумажной
хроматографии обнаружили более 20 полифенольных соединений, 11 из которых отнесли
к флавоноидам.
Флавоноиды исчерпывающе извлекали 70—96%-ным этанолом, спирт отгоняли
в вакууме, остаток очищали хлороформом. Очищенный водный остаток обрабатывали
этилацетатом. Этилацетат отгоняли, остаток хроматографировали на колонке с
полиамидным сорбентом. Выделили три флавоноида. Вещества 1 и 2 на основании пробы
по Брианту [1] отнесли к агликонам, 3 — к гликозидам.
Вещество 1 С15Н10О5, т. пл. 348—350°, температура плавления ацетата (183—
185°) аналогична температуре плавления триацетата апигенина. В продуктах
щелочной деструкции обнаружили флороглюцин и л-оксибензойную кислоту. Соединение 1
идентифицировали как апигенин.
Вещество 2 СьНюОб, т. пл. 275—277°, температура плавления ацетата 181—183°.
Сравнением с достоверным образцом соединение 2 идентифицировали как кемпферол.

Краткие сообщения
567
Вещество 3 ^21Н2 О10 т. пл. 256—258°, [а]д—50,5°(с 0, 1; этанол.) При кислотном
гидролизе обнаружили агликон апигенин и глюкозу (1:1). УФ-спектр: X^S°H 270,
340; +CH3COONa 270, 340 нм [2]. Исчезновение батохромного сдвига в гликозиде
под влиянием ацетата натрия указывает на присоединение сахара при С-7.
Соединение 3 идентифицировали как апигенин-7-0-6-0-глюкозид или космосиин.
Из водного остатка с помощью препаративной бумажной хроматографии
выделили два соединения флавоноидной природы.
Вещество 4 C2iH20On, т. пл. 178—179°; [а]д—67,3° (с ОД; этанол). При
кислотном гидролизе обнаружили агликон кемпферол (выход 63,7%) и глюкозу. Сравнением
с аутентичным образцом соединение 4 идентифицировали как кемпферол-З-О-6-.D-
глюкопиранозид или астрагалин.
Вещество 5 СгтНзоОц, т. пл. 202—204°, [а]д —29° (с 0,15; этанол). УФ-спектр:
"лта"5°Н 255- 350= -CH3COONa 270, 360; +H3B03+CH3COONa 255, 350; +C2H5ONa
275, 405; +ZrOCl2 265, 405; +ZrOCl2. + лимонная кислота 265, 350 нм. В продуктах
кислотного гидролиза обнаружили агликон кемпферол, ?)-глюкозу и L-рамнозу.
Легкость кислотного гидролиза соединения 5 н темно-коричневая окраска в УФ-свете
позволили* предположить наличие углеводных заместителей при С3 [3], что было
подтверждено УФ-спектроскопией [2]. При ферментативном гидролизе рамнодиаста-
зой наблюдалось расщепление гликозида до кемпферола и биозы, которая по данным
бумажной хроматографии соответствовала рутинозе {4] Это позволяет предположить,
что вещество 5 является кемпферол-3-О-рутинозидом.
Все вещества впервые выделили из данного вида астрагала.
ЛИТЕРАТУРА
[1] Е. Bryant. J. Am. Chem. Soc, 39, 481 (1960). [2] В. И. Литвиненко,,
Н. П. Максютина. Химия природ, соедин., 420 (1965). [3] В. И. Литвиненко,
В. А. Макаров. Химия природ, соедин., 366 (1969). [4] В. И. Литвиненко,
Т. П. Надежина. Растит, ресурсы, 4, вып. 1, 68 (1968).
Ленинградский Поступило
химико-фармацевтический институт 9. IV 1980 г.
УДК 547.972
ФЕНОЛЬНЫЕ СОЕДИНЕНИЯ LEUCANTHEMUM VULGARE
Т. Г. Сагареишвили, М. Д. Алания, Э. П. Кемертелидзе
По результатам предварительного анализа установили, что широко
распространенное на территории Грузинской ССР растение Leucanthemum vulgare Lam.
(сем. Compositae) содержит значительное количество фенольных соединений [1].
В дальнейшем показали, что по химическому составу язычковые и трубчатые цветы
данного растения существенно отличаются друг от друга..
Из водно-спиртового экстракта язычковых цветков Leucanthemum vulgare
выделили четыре индивидуальных соединения (I—IV).
На основании данных физико-химических исследований и сравнением с
аутентичными образцами вещество I идентифицировали с умбеллифероном, а II — со
скополетином [2—4].
Вещества III, IV по цветным реакциям [5], данным УФ-, ИК- и ЯМР-спектро-
скопии отнесли к флавонам (6].
Реакцией по Bryant [7] установили агликоновую природу вещества III с т. пл.
349—351°. УФ-спектр: ^^=он269, 336; +CH3COONa 274, 380; +C2H5ONa 275,
400; +А1С13 275, 380 нм. В продуктах щелочного плавления обнаружили флороглю-
цин и параоксибензойную кислоту. Вещество III охарактеризовали как 5,7,4'-триокси-
флавон — апигенин [8].
Вещество IV — моногликозид с т. пл. 226—228°, {а]д — 51° (с 1,0; этанол—
формамид, 99 : 1). УФ-спектр: )^^0и 270, 336 нм. Применяя диагностические
реагенты, свободные ОН-группы в гликозиде обнаружили при Сь и С4. а в агликоне —
при С5, С? и С " Агликон гликозида идентичен апигенину [8]. В углеводной части
обнаружили О-глюкозу. Сравнением величин молекулярных вращений определили
р-конфигурацию гликозидной связи и пиранозиую форму окисного цикла [9, 10].

568
Краткие сообщения
Таким образом, вещество IV является 5,4'-диокси-7-0-р-1)-глюкопиранозиЛ'
флавоном или космосиином [8].
ЛИТЕРАТУРА
[1] М. Д. Алания, И. И. М о н и а в а, И. И. М у р г у л и я, Э. П. Кемерте-
л и д з е. Сб. «Биологически активные вещества флоры Грузии». Тбилиси, 12, 58
(1973). [2] Г. А. Кузнецова. Природные кумарины и фурокумарины. Л., (1967).
[3] Л. И. Коше лева, Г. К. Никонов. Фармация, 4, 79 (1969). [4] М. Д.
Алания, И. И. Мониава, Н. Ф. Комиссаренко, Э. П. Кемертелидзе. Химия
природ, соедин., 239 (1972). [5] Т. A. Geissman. The Chemistry of flavonoid
Compounds. Pergamon Press, Oxford (1962). [6] N. M or i t a, M. Ari s a w a. Heterocycles,
4, № 2, 373 (1976). [7] E. T. Bryant. J. Am. Chem. Soc, 39, 481 (1950). [8]
M. Д. Алания, Н. Ф. Комиссаренко, Э. П. Кемертелидзе. Химия природ,
соедин., 527 (1971). [9] W. К 1 у п е. J. Biochem., 47, 515 (1950). [10] И. П.
Ковалев, В. И. Литвиненко. Химия природ, соедин., 233 (1965).
'¦*'
Институт фармакохимии Поступило
им. И. Г. Кутателадзе АН ГССР 17. IV 1980 г.
Тбилиси
УДК 615.322:547.815.1:582.623.2
ФЛАВОНОИДЫ ЛИСТЬЕВ SALIX ALBAXBABYLONICA
В. А. Компанцев, П. М. Гайдаш "
Ранее мы сообщали [1] о выделении из коры Salix alba X babylonica сем. Sali-
сасеае фенолгликозидов — салицина и триандрина, а также о наличии дубильных
веществ и катехинов. Продолжая изучение полифенольных соединений данного
растения, провели экстракцию горячим 70-градусным этанолом сухих листьев
(1,5 кг), собранных в июне в окрестностях г. Ессентуки. Спиртовые извлечения
упаривали в вакууме до водного остатка и очищали хлороформом. Флавоноиды
экстрагировали этилацетатом, из которого после упаривания осаждали сумму флавоноидов
сухим хлороформом. Выделившийся осадок растворяли в небольшом количестве
этанола и ставили в холодильник. Через 10—12 сут. выпал желтый кристаллический
осадок, состоящий из двух флавоноидов, которые разделили с помощью
препаративной бумажной хроматографии в системе 15%-ная СН3СООН.
Вещество I C2iH2oOn с т. пл. 258—260° (метанол), [а]д —54° (с 0,52; метанол-
пиридин, 5: 1), Хтах 352, 264 пл, 257 нм мы идентифицировали как лютеолин-7-0-р-?)-
глюкопиранозид [2]. Вещество II C22H220i2 с т. пл. 243—246° (из этанола), лшах 358
257 нм, [а] д—60° (с 0,5; этанол) представляет собой изорамнетин-3-0-|3-0-глю-
козид [3]
Структура выделенных соединений подтверждена данными элементного анализа,
УФ- и ИК-спектроскопии, результатами изучения продуктов кислотного н
ферментативного гидролизов, а также сравнением с достоверными образцами свидетелей.
Количественное определение суммарного содержания флавоноидов проводили по
методике, предложенной В. А. Бандюковой и А. Л. Шинкаренко [4] с применением
колонки полиамидного сорбента. Содержание флавоноидов в пересчете на абсолютно
сухой вес листьев 3,5%.
ЛИТЕРАТУРА
[1]. В. А. Компанцев, П. М. Гайдаш, А. Д. Даукша. Химия природ,
соедин., 807 (1974). [2] В. А. Компанцев, А. Л. Шинкаренко. Химия природ,
соедин.. 380 (1968). [3] В. К. Nortje. Biochem. J., 97, 209 (1965). [4] В. А.
Байдукова, А. Л. Шинкаренко, Ж. аналит. химии, 2, 232 (1966).
Пятигорский фармацевтический
институт
Поступило
17. IV 1980 г.

Краткие сообщения
569
УДК 547.972
О ФЛАВОНОИДНЫХ ГЛИКОЗИДАХ НЕКОТОРЫХ ВИДОВ РОДА LUPINUS
Н. Н. Лемешев, Г. П. Кудрявцев, А. П. Волынец
Выделенные ранее из листьев Lupinus polyphyllus L i п d 1 е у флавонондные
гликозиды, условно обозначенные Б и В, мы предварительно отнесли к ориентину
и гомоориентину соответственно [1]. Однако дальнейшие исследования показали, что
они подвергаются гидролизу в течение 3,5 ч 20%-ной H2S04 в 70%-ном этаноле (1 : I)
в запаянной ампуле на кипящей водяной бане. Данные УФ-спектроскопии и хрома-
тографирование изучаемых веществ со свидетелями в системах 1) ИзБУВ (4:1:5)
и 2) 20%-ная СНзСООН позволили отнести вещество Б к цинарозиду (лютеолин-
7-0-|3-/>глюкопиранозиду) [2]. Гидролиз вещества В 2%-ной H2S04 описанным выше
методом (40—50 мин) приводит к образованию цинарозида, что указывает на
принадлежность его к производным цинарозида.
Из этанольного экстракта (70-ный этанол) листьев Lupinus angustifolius L.
(сорт Беняконский 484, фаза бутонизации) методом препаративной хроматографии
на бумаге Filtrak FN 11 в системах 1 и 2 мы выделили четыре флавоновых. гликозида
(а, б, в, г), Rf которых в указанных системах равны: а — 0,22 и 0,48; 6 — 0,34 и
t),27; в — 0,51 и 0,37: г — 0,37 и 0,53. В продуктах кислотного гидролиза (2 н. НС1,
2 ч) флавоновых гликозидов а и б обнаружила в качестве агликона диосметин, в и
г — апигенин [3] и D-глкжозу.
Вещество б по спектральной характеристике [УФ-спектры: /.тах (нм) 96%-ныи
этанол 252, 268, 292 пл, 345; +AcONa 253, 265 пл, 290 пл, 346; +AcONa +H3B03
253 пл, 268, 348; +А1С13 262 пл, 273, 362, 380; +NaOH 268, 382], продукты
количественного кислотного гидролиза и щелочной деструкции (флороглюцин и изованили-
новая кислота) идентично диосметин-7-О-глюкозиду.
Вещество в на основании данных УФ-спектров, продуктоз кислотного гидролиза
и хроматографирования с аутентичным образцом отнесли к эпигении-7-О-глюкозиду [4].
Вещества а и г при ступенчатом гидролизе (2%-ная H2S04 15—20 мин) дают
соответственно бив. Изучение веществ а и г продолжается.
Из полученных нами ранее [4, 5] и приведенных в настоящей работе данных
следует, что в Lupinus polyphyllus и Lupinus angustifolius содержатся следующие
¦общие флавоноидные гликозиды: генистеин-7-глюкозид, 3',4'метилендиоксиоробол-7-
глюкозид, генистеин-7-глюкозил-глюкозид и апигенин-7-глюкозид и его производные.
Для Lupinus polyphyllus характерно присутствие лютеолин-7-глюкозида и его
производного, лютеолин-4'-глюкозида, а также акацетин-7-глюкозида и лишь для Lupinus
angustifolius — диосметин-7-глюкозида и его производного:
ЛИТЕРАТУРА
[1] Н. Н. Лемешев, Г. П. Кудрявцев, А. П. Волынец. Химия природ,
соедин., 523 (1978). [2] Т. И. Плеханов, В. А. Бандюкова, Г. А. Михалова.
Химия природ, соедин., 862 (1977). [3] Н. А. Л а м а н, Р. Г. Цытович. Весщ
АН БССР, серыя йял. навук, № 1, 99 (1978). [4] Н. Н. Лемешев, Г. П.
Кудрявцев, А. П. Волынец. Химия природ, соедин., 94 (1979). [5] Н. Н. Лемешев,
Г. П. Кудрявцев. А. П. Волынец. Весш АН БССР, серыя 61ЯЛ. навук, № 2,
90 (1979).
Витебский педагогический институт им. С. М. Кирова Поступило
Институт экспериментальной ботаники ^,- . -¦ 22. IV 1980 г.
им. В. Ф. Купревича АН БССР
Минск
УДК 547.972
КСАНТОНОВЫЕ ГЛИКОЗИДЫ SWERTIA 1BERICA
О. А. Денисова, В. И. Глызин, А. В. Патудин
Продолжая исследование ксантоновых соединений корней Swertia iberica F i s с h
et Mey (сверция грузинская), мы изолировали два ксантоновых гликозида.
Соединение I C,9Hi80n • Н20, т. пл. 189—192°, [а]|>0—100,6" (с 1,11; пиридин),
1™'он242, 267, 318, 370 нм. Оно является моногликозидом, о чем свидетельствуют
данные ПМР-спектроскопии ацетильного производного: в области 2,00—2,10 м. д. име-

570
Краткие сообщения
ются сигналы четырех алифатических ацетильных групп пиранозного цикла и семи
алифатических протонов у1леводной части в области 3,30—5,60 м. д.
При гидролизе гликозида 2%-ной соляной кислотой получили глюкозу,
идентифицированную хроматографией на бумаге (бутанол-1—пиридин — вода, 6:4:3, ани-
линфталат), и агликон, идентифицированный по температуре плавления, данным
ИК-, ПМР-спектроскопии как 1,3,7,8-тетраоксиксантон (норсверцианин), выделенный
ранее в свободном состоянии.
Глюкоза в соединении I присоединена к агликону в положении 1: в ПМР-спек-
тре ацетильного производного отмечается сигнал двух ацетильных групп при
2,32 м. д., указывающий на наличие в исходном соединении свободных гидроксильных
групп в положениях 3 и 7, сигнал ацетильной группы при 2,51 м. д. указывает на
наличие свободной гидроксильной группы в положении 8 соединения I.
Глюкоза имеет Р-конфигурацию гликозидной связи, о чем свидетельствует
дублет при 5,12 м. д., J = 7 Гц.
Соединение I имеет строение 1-0-|3-Д-глюкопиранозил-3, 7,8-триоксиксантона..
Ранее этот гликозид был выделен из листьев Gentiana bavarica {l].
Соединение II С27Н32О15 • Н20, т. пл. 192—194°, [а]д— 55,3" (с 1,15; пиридин),.
Х^|он242, 250, 304, 362 нм. Оно представляет собой дигликозид: в ПМР-спектре
ацетильного производного в области 1,90—2,10 м. д. имеются сигналы шести
алифатических ацетильных групп, а в области 3,30—5,50 м. д. — сигналы 13 алифатических-
протонов. При кислотном гидролизе II получили ксилозу, глюкозу и агликон,
идентифицированный на основании температуры плавления, данных ИК-,
ПМР-спектроскопии как 1-окси-3,7,8-триметоксиксантон (декуссатин). Учитывая, что в агликоне
соединения II есть только одна свободная оксигруппа, можно полагать, что
углеводным компонентом молекулы является примвероза — биоза. наиболее характерная
для ксантоновых гликозидов {2].
Таким образом, соединение II имеет строение 1-0-примверозил-3,7,8-триме-~
токсиксантона и идентично ранее выделенному гликозиду из G. bavarica [1].
ЛИТЕРАТУРА
[1] К. Н о s t е 11 m а п, R. Т a b а с с h i, A. J а с о t-G u i 11 а г m о d. Helv. Chiiru
Acta, 2, 294 (1974). [2] К- Hostettmann, W. Hildebert. Phytochem., 7, 821,
(1977).
Всесоюзный научно-исследовательский институт
лекарственных растений
Москва
УДК 547.972
ГЕНТИАБАВАРОЗИД ИЗ SWERTIA CONNATA
Е. В. Соловьева, В. И. Глызин, А. В. Патудин
Корни и корневища (0,3 кг) Swertia connata S с h г е п к. (сверция сросшаяся)'
экстрагировали в аппарате Сокслета метанолом в течение ' 14 ч. Из метанольного1
извлечения, упаренного до 250 мл, выпал осадок (26 г). Перекристаллизацией осадка
и метанола с последующей хроматографическои очисткой на силикагеле получили
5,9 г основного по содержанию ксантонового соединения (1,9% по отношению к
исходному сырью) состава С26Н30О15, т. пл. 163°, [я] д—61,5° (с 1,0; пиридин), ^ша™
242, 253, 304, 362 нм.
Соединение является биозидом, о чем свидетельствуют данные
ПМР-спектроскопии ацетильного производного. В области 1,92—2,36 м. д. имеются сигналы шести
алифатических ацетильных групп, а 3,30—3,50 м. д. —сигналы 19 протонов, из них.
6 при 3,90 м. д. относятся к двум метоксильным группам агликона [1]
При гидролизе 2%-ной соляной кислотой получили глюкозу и ксилозу,
идентифицированные хроматографией на бумаге (бутанол-1-пиридин—вода, 6:4:3, ани-
линфталат), а также агликон состава Ci5Hi206, т. пл. 193—194°, M+ 288, Яша^240-
264, 318, 385 нм, идентифицированный на основании данных ИК-, УФ-, ПМР-спектров
с 1,7-диокси-3,8-диметоксиксантоном (гентиакаулеином) [2].
Выход агликона при гидролизе составил 46%, что указывает на наличие
двух молекул углеводного компонента в гликозиде.
В гентиакаулеине имеются две гидроксильные группы в положениях 1 и 7, по
которым могут быть присоединены сахара, однако в ПМР-спектре ацетильного произ-
Поступило
18. III 1980 г;_

Краткие сообщения 571
водного гликозида есть сигнал ароматической ацетильной группы при 2,36 м. д. (ЗН),
относящийся к положению 7. Таким образом, углеводные компоненты в исследуемом
гликозиде присоединены в виде биозы (примвероза) в положении 1 гентиакаулеина.
Выделенное нами соединение имеет строение 1-0-примверозил-7-окси-3,8-диме-
токсиксаитона и идентично гентиабаварозиду, изолированному ранее из Gentiana
bavarica [ll.
ЛИТЕРАТУРА
[1] К- Hostetmann, R. T a b а с с h i, A. J a s о t-G u i 11 a r m о d. Helv. Chim.
Acta, 57 (2), 294 (1974). [2] P. R i v a i 11 e, J. Massicot, M. Gugot, M. Massias.
Phytochemystry, 8 (8), 1533 (1969).
Всесоюзный научно-исследовательский институт Поступило
лекарственных растений 27. III 1980 г.
Москва
УДК 547. 972
ФЕНОЛКАРБОНОВЫЕ КИСЛОТЫ ASTRAGALUS FLEXUS
П. Хожамбергенова, К. Ф. Блинова
Из водного экстракта надземной части Astragalus f lexus F i s с h. (астрагал
согнутый), собранного в Каракалпакской АССР в период цветения, методом колоночной
и бумажной хроматографии выделили шесть фенолкарбоновых кислот. Все
выделенные вещества дают положительные реакции с некоторыми реактивами на фенолкарбо-
новые кислоты [1, 2]
Все фенолкарбоновые кислоты впервые обнаружили в надземной части
астрагала согнутого.
Вещество 1 С7Н603, т. пл. 210—212°, R/0,56 (2%-ная СН3СООН—сист. 1), 0,72
(15%-ная СНзСООН — сист. 2), 0,91 (бутанол-1—уксусная кислота—вода, 4:1:5—•
сист. 3). Сравнением с достоверным образцом его идентифицировали с я-оксибензой-
ной кислотой.
Вещество 2 СвНвС^ в кристаллическом виде получить не удалось, исследовали
раствор. R у 0,52 (сист. 1), 0,70 (сист. 2), 0,84 (сист. 3). При сплавлении с КОН
образуется протокатеховая кислота. Хроматографическим сравнением с аутентичным
образцом соединение 2 идентифицировали как ванилиновую кислоту.
Вещество 3 СюНкА, т. пл. 167—169°, Rf 0,32 (сист. 1), 0,53 (сист. 2), 0,83
(сист. 3). Смешанная проба соединения 3 с достоверным образцом феруловой
кислоты депрессии температуры плавления не показала.
Вещество 4 СдНзОз исследовали в растворе. Rf 0,40 (сист. 1), 0,60 (сист. 2),
0,90 (сист. 3). Щелочная деструкция приводит к образованию я-оксибензойной
кислоты. Значения Rf вещества 4 в различных системах соответствуют я-кумаровой
кислоте.
Вещество 5 С9Н804, т. пл. 192—194°, Rf 0,21 (сист. 1), 0,39 (сист. 2), 0,78
(сист. 3). При сплавлении с КОН образуется протокатеховая кислота [3].
Смешанная проба с достоверным образцом кофейной кислоты депрессии температуры
плавления не дала.
Вещество 6 C^HisOg в кристаллическом виде получить не удалось. Rf 0,54-
(сист. 1), 0,72 (сист. 2), 0,74 (сист. 3). Продукты щелочной деструкции исследовали
хроматографией на бумаге в присутствии свидетелей, проявляли 3%-ным спиртовым
раствором хлорного железа. Обнаружили протокатеховую кислоту [4]. На основании
полученных данных вещество 6 предварительно охарактеризовали как хлорогеновую
кислоту.
ЛИТЕРАТУРА
[1] F. Bancher, J. Holzl. Mikroskopie, 15, 210 (I960). [2] H. В. Сергеева,
Г. Н. Земцова, В. А. Бандюкова, А. Л. Шинкаренко. Известия CKHLL
ВШ, сер. естеств. науки, 3, 72 (1973). {3] А. В. Симонян, В. И. Литвиненко.
А. Л. Шинкаренко. Химия природ, соедин., 383 (1972). [4] В. А. Бандюкова,
Г. Н. Земцова, Н. В. Сергеева, В. И. Фролова. Химия природ, соедин.,
388 (1970).
Ленинградский Поступило
химико-фармацевтический институт 9. IV 1980 г..
9-141

572
Краткие сообщения
УДК 547.913.
ЭФИРНОЕ МАСЛО ARTEMISIA HEPTAPOTAMICA
М. И. Горяев, Ф. С. Шарапова, Л. А. Ельчибекова, Е. С. Неделька
ю
22
ywwW
12 10
WuA
В 4
Продолжая изучение растений рода Artemisia, мы исследовали химический
состав эфирного масла Ariemisia heptapotamica Р о l j а с. (полынь семиреченская) —
эндемичного растения Северного Тянь-Шаня. Во флоре СССР [1] этот вид полыни
классифицирован как разновидность A. terra-albae К г a s с h., но в более поздних
работах ботаников A. heptapotamica была выделена в самостоятельный вид [2, 3].
Химический состав эфирного масла этого вида полыни ранее не изучался [4].
Эфирное масло получили методом водной дистилляции надземной части
растения, собранной в горах Заилийского Алатау. Оно представляет собой светло-желтую
жидкость с приятным цинеольно-камфарным запахом и характеризуется следующими
константами: Ид 1,4535; к. ч. 3,8; э. ч. 17.
Состав эфирного масла определяли методом газожидкостной хроматографии на
хроматографе «Вырухром», с применением пламенно-ионизационного детектора на
!1 двух колонках 300X0,3 см, заполненных
| целитом 545 (60—80 меш), первая — с 10%-
\ ным ПЭГ 1540, вторая — с 10%-ным ПЭГ-
I! ] адипинатом. Газ-носитель — аргон, скорость
f аргона — 50 мл/мин, в режиме
программирования— 2 град/мин при 80—160°.
Кислородсодержащие компоненты
эфирного масла выделяли препаративно на
хроматографе УХ-2, на колонке 110X0,6 см,
заполненной целитом 545 (80—100 меш) с
20%-ным ПЭГ 1540 при температуре 120°.
Идентификацию проводили сравнением
физико-химических констант, ИК-спектров
выделенных веществ с литературными
данными [5]. Минорные компоненты
идентифицировали добавлением известных веществ в
исследуемый образец и хроматографирова-
нием их на колонках различной полярности.
Основными компонентами эфирного
масла полыни семиреченской являются би-
циклические терпеноиды: цинеол, камфара
(рисунок).
Изучили динамику накопления
эфирного масла и изменение его химического
состава в процессе развития растения.
Наиболее высокое содержание эфирного масла в
растении наблюдается в фазу бутонизации
и цветения, что, вероятно, объясняется
усиленным обменом веществ в этот период.
Соотношение основных компонентов в
течение вегетационного периода колеблется
значительно. Содержание основных компонентов эфирного масла полыни семиреченской
по фазам развития таково (% к целому маслу):
Фаза разва- Эфир- а-Па- Кам- Д3-Я"а- Цин- n-Ци- Аргпе- Кам- Бор- Бор-
25 20 15 10 5 О
Время, мин
Хроматограмма эфирного масла полыни
семиреченской, собранной в фазу
бутонизации (% к целому маслу):
/ —а-пинен (1, 2), —камфен (б, 4), 3 — (3-
пииен (0,3), 4-сабинен (1, 3), 5—мирцея (ОД),
6—Д3-карен (0,4), 7—а-терпинен (0,6), 8 — цинеол
(38,2), S-f-терпинен (1,3), /0-л-цимен (4,9),
// —терпинолен (0,5), 12—артемизиакетон (4,8),
13 — (3-туйон (1,0), 14—а-туйон (1,0), 15—ментон
(1,2), /б-камфара (23,6), 77-карвон (1,2), 18-
борнилацетат (3,7), 19—пинокамфон (2,7), 20—
изопинокамфон (2,1), 21 — метилхавикол (1,1),
22-борнеол (2,7),
тая
нов
масло
1,5
Начало
вегетации (июнь) 0,6
Бутонизация
(август) 1,8—2,0 1,2
Цветение
(сентябрь) 1,2—1,4 1,2
Плодоношение
(октябрь) 0,9—1,1 1,0
фен рен еол мен мази- фара нал- неол
аке-
ацетон main
4,7 0,5 30,2 2,5 10,5 25,6 4,95 2,4
6,4 0,4 38,2 4,9 4,8 23,6 3,7 2.7
5.1 0,9 41,5 4,5 4,1 20,0 2,2 2,1
1.2 0,8 40,8 4,8 2,1 12,5 2,5 2,5

Краткие сообщения
573
По мере развития растения содержание цинеола увеличивается, наибольшее
количество его наблюдается в фазу цветения. В то же время содержание камфена
и камфары соответственно уменьшается. Обратная зависимость накопления в
эфирных маслах полыней цинеола и камфары отмечалась ранее [4].
ЛИТЕРАТУРА
[1] Флора СССР. М.—Л., 26, 592 (1961). [2] Флора Казахстана. Алма-Ата, 9,
103 (1966). [3] Флора и растительные ресурсы Казахстана. Алма-Ата, 103 (1975).
[4]' М. И. Г о р я е в, В. С. Б а з а л и ц к а я, П. П. Поляков. Химический состав
полыней. Алма-Ата, 129 (1962). [5] М. И. Г о р я е в, И. П л и в а. Методы
исследования эфирных масел. Алма-Ата (1962).
Институт химических наук АН КазССР Поступило
Алма-Ата ,. . 5. III 1980 г.
УДК 547.314.582.9»
ДЕНТАТИН А ИЗ TANACETUM VULGARE
А. И. Юнусов, Б. X. Абдуазимов, Г. П. Сидякин
После выделения танахина [1] оставшиеся маточники рехроматографировали на
колонке силикагеля. Элюированием смесью гексан—этилацетат (3: 2) выделили
сесквитерпеновый лактон состава CigH2o04 (I), т. пл. 118° (предварительно нагретый
металлический блок), М+ 264 (масс-спектрометрически), [a]'D +137° (с 1,2; метанол).
В ИК-спектре I наблюдаются полосы поглощения при 3340 (ОН), 1760 (С = 0
у-лактона), 1652 и 1672 см—1 (С = С). В ПМР-спектре I имеется сигнал ангулярной
метальной группы при 0,92 м. д. Сигналы от двух экзоцнклических метиленов
проявляются при 4,88 (уш. с) и 6,18 (д) м. д. Лактонный протон представлен в виде
триплета при 4,14 м. д. (J = 10 Гц).
При действии на I уксусного ангидрида в присутствии пиридина образуется
диацетат (II) состава С^НгчОб. т. ил. 154—155°, М 306, что указывает на наличие
двух гидроксильных групп в молекуле исходного лактона. В ИК-сиектре II
отсутствуют полосы поглощения гидроксильных групп.
В ПМР-спектре II сигналы протонов экзоциклической метиленовой группы,
находящейся в сопряжении с карбонилом \-лактонного цикла, проявляются в виде
.двух дублетов при 5,46 и 6,03 м. д. (J = 3 Гц). Анализ ПМР-спектров I и II указывает
на расположение одной из вторичных гидроксильных групп у Се.
Предполагаемая структура I сходна со структурой дентатина А, который ранее
выделили из Artemisia tridentata в виде диформиата [2].
Для сравнения получили диформиат I состава С^НгоОб (III), т. пл. 159—160°,
химические и спектральные свойства которого оказались идентичными свойствам
диформиата дентатина А. Следовательно, дентатин А мы выделили в нативном виде.
ЛИТЕРАТУРА
[1] А. И. Юнусов, Г. П. Сидякин, А. М. Н и г м а т у л л а е в. Химия
природ, соедин., 101 (1979). [2] Н. Yoshioka et a 1. Sesquiterpene lactones.
Chemistry, NMR and plant distrbution. Tokyo, Univ. Tokyo Press, 228 (1973).
Ордена Трудового Красного Знамени Поступило
Институт химии растительных веществ ';' 23. IV 1980 г.
АН УзССР
Ташкент
/ УДК 547.914л.
МОНОМЕТИЛОВЫЙ ЭФИР ПИНИФОЛОВОЙ КИСЛОТЫ В ХВОЕ
PINUS SILVESTRIS
И. И. Бардышев, А. С. Дегтяренко
В литературе [1, 2] имеются сведения о присутствии в хвое Pinus silvestris L.
шшифоловой (лабд-8 (20)-ен, 15, 18-дновой) кислоты, но нет данных о наличии в

574
Краткие сообщения
ней монометилового эфира пинифоловой кислоты. В настоящей работе доказывается
присутствие этого эфира в хвое сосны обыкновенной лесной, произрастающей в
Белорусской ССР.
Среднюю пробу хвои, отобранной из разных частей кроны ста сосен, сушили на
воздухе, измельчали и трижды экстрагировали н-пентаном (в соотношении 1 : 2).
Экстракт нейтрализовали 2%-ным водным NaOH, раствор солей разлагали СН3СООНн
смоляные кислоты экстрагировали петролейным эфиром. Хроматографированием на
колонке с силикагелем Л 40/100 мк кислоты разделяли на три фракции. Фракции 1 и
2 содержали соответственно растворы жирных и смоляных кислот в петролейном,
эфире. Монометиловый эфир пинифоловой кислоты (I) элюировали смесью петролей-
ного и серного эфиров (50 : 1) Эту фракцию нейтрализовали циклогексиламином
(ЦГА), осадок промывали на фильтре небольшим количеством того же растворителя.
После трех кристаллизации из этанола получили ЦГА соль I состава C27H47NO4,.
т. пл. 130—133°; [a]D +20,5° (с 1,02; этанол). ИК-спектр Х^см-': 900, 1645 (С = С),
1725 (С = 0), 1330, 1540 (СОО-).
Разложением этой соли выделили в чистом виде соединение I состава
С21Н34О4; nf) 1,4975; [a]D+22,8° (с 1,0; хлороформ). ИК-спектр ^
"max
892, 1645 (С=С), 1690—-1730 (С=0). В масс-спектре наблюдались пики ионов.
(т/е): 350 (М+), 291 (М—ОСОСН3), 121— фрагмент ( f , 181—фраг-
и 31 (ОСН3). Отнесение сигналов в спектре ПМР"
¦соосна/
(IN\1-nS-100, CCI4, O-TMS, м, д.): 0,62 (с, ЗН при С17, 0,96 (д, J=6,6 Гц, ЗН
при С16), 1,01 (с, ЗН при С19), 3,51 (с, ОСН3 при С18), 4,39 и 4,65 (с, 2Н при С,0),
10,0—11,0 (с, ОН при С15).
Эфирная группировка соединения I не омылилась под действием 0,5 М раствора
КОН 80° в течение 3 ч, что свидетельствует о нахождении ее при стерически
затрудненном С4 атоме. При действии на I 0,5 М этиленгликолевого раствора КОН"
при 185° в течение 2 ч получили пинифоловую кислоту, которая после трех
кристаллизации из смеси ацетона с изопропиловым эфиром (1 : 1) имела т. пл. 197—199°;
[a]D + 26,2° (с, 1,0; этанол). Лит. данные [1]: т. пл. 194—195°; [a]D+ 26,0° (с, 1,5;
этанол). Метилирование диазометаном привело к получению диметилового эфира,
пинифоловой кислоты с nj 1,4984; [a] D + 28,4 (с 1,3; хлороформ). Лит данные [1]:
n2j 1,498; [я]д + 27,0° (с 1,0; хлороформ).
Дициклогексиламиновая соль пинифоловой кислоты имела т. пл. 173—176°,.
1я]д + 19,6° (с 1,0; этанол). Лит. данные [1]: т. пл. 164—171°.
ЛИТЕРАТУРА
[1] С. Enzell, О. Theander. Acta chem. scand. 16, 607 (1962). [2] J' D. Ren-
wick, R. M. Scopes. Journ. Chem. Soc, C, 16, 1949 (1968).
Институт физико-органической химии . Поступило
АН БССР 31. III 1980 г.
Минск
УДК 547.918.547.914.4
ЛЕОНТОЗИД D ИЗ FATSIA JAPONICA
3. С. Кемоклидзе, Г. Е. Деканосидзе, Э. П. Кемертелидзе
Из суммы сапонинов листьев Fatsia japonica (Thunb) Decne et Planch,
(фатсия японская) сем. Araliaceae изолировали два тритерпеновых ацилгликозида:
пентаознд олеаноловой кислоты — фатсиазид F —и пентаозид хедерагенина—фат-
сиазид G [1, 2]. . ¦ , ¦

Краткие сообщения
575
Фатсиазид G по составу моносахаридов соответствует леонтозиду D [3J. Для
подтверждения идентичности фатсиазида G леонтозиду D провели его щелочное
омыление (5% КОН, 3 ч). В результате получили кристаллический гликозид, по хрома-
тографическому поведению, температуре плавления, [a]D и ИК-спектру идентичный
биозиду хедерагенина — леонтозиду В [4]. Кислотным гидролизом отщепившегося
олигосахарида обнаружили две молекулы />-глюкозы и одну молекулу L-рамнозы.
Фатсиазид G метилировали по методу Хакомори [5]. В гидролизате хроматогра-
фически однородного полностью метилированного продукта идентифицировали
следующие метилированные моносахариды: 2,3,4,6-тетра-0-метил-?>-глюкопиранозу, 2,3-
ди-0-метил-/.-арабопираиозу, 2,3,4-три-0-метил-?)-гдюкопиранозу, 2,3,6-три-О-метил-
D-глюкопиранозу и 2,3,4-три-0-метил-/.-арабопиранозу.
Сопоставив приведенные выше данные с полученными ранее [I, 2] и со
строением леонтозида D, описываемым в литературе [3J, можно заключить, что О-глико-
зидная часть фатсиазида G представлена fS-?>-Gll -*- 4-a-L-Ar, а О-ациалъная часть—¦
a-L-Rh! -^4-p-Z)-GU —¦ 6-(3-OGl, т. е. этот гликозид полностью идентичен
леонтозиду. D.
Следует отметить, что в листьях фатсии японской, произрастающей в Японии,
судя по опубликованным данным [6—8], тритерпеновый гликозид, содержащий L-рам-
нозу не обнаружен.
ЛИТЕРАТУРА
[1J Т. В. Габададзе, Г. Е. Деканосидзе, Э. П. Кемертелидзе.
Химия природ, соедин., 658 (1975). [2] Т. В. Габададзе, Г. Е. Деканосидзе,
Э. П. Кемертелидзе. Изв. АН ГССР, сер. хнм., 3, № 3, 243 (1977). [3]
Л. Г. Мжельская, Н. К. А б у б а к и р о в. Химия природ, соедин., 153 (1968).
[4] Л. Г. Мже льская, Н. К. А б у б а к и р о в. Химия природ, соедин., 101 (1967).
[5J S. Н а kom or i. J. Biochem., 55, 205 (1964). [6] M. T a n e m u г а, К. Такагаига.
Jakugaki Zasshi. J. Pharm. Soc. Jap., 95, № 1, 3 (1975). [7] T. Aoki, J. T a n i o,
T. Suga. Phytochem., 15, 78 (1976). [8J T. Aoki, T. S и g a. Phytochem., 17, 771
(1978).
Институт фармакохимии Поступило
им. И. Г. Кутателадзе АН ГССР 25. III 1980 г.
Тбилиси
УДК 547.?62.5
ОБ ОСНОВНЫХ ГЛОБУЛИНОВЫХ КОМПОНЕНТАХ СЕМЯН ХЛОПЧАТНИКА
Т. Ю. Шадрина, Т. С. Ю ну сов, П. X. Юлдашев
Глобулины семян хлопчатника в основном представлены двумя белками: арги-
ниновым и гистидиновым [1, 2]. В работе [1J показано, что глобулиновая фракция
Срок хранения
обезжиренной
муки
4 года
готовленная
Масса
обез-
жи-
рен-
ной
муки
10
32
Выход, г
Arg-ком-
понент
1
0,35
1.
2
0.37
5
Hls-ком-
понент
1
I
2
1
¦
Выход, % от массы
обезжиренной муки
Arg-ком-
понент
"г ! 2
3,5
4.
3,7
7
His-ком-
понент
1
10
12
2
10
,5
His-компонент
1
1:2,9
1:
2
1 :2,7
2,7
Выход
суммы Arg-
и His-ком-
понентов.
% от массы
обезжиренной муки
14
Использовали семена хлопчатника сорта Ш8-Ф; 1, 2—номера эксперимента.
семян хлопчатника содержит 55% аргининового компонента и 38% гистидинового.
Однако в результате многократного выделения глобулинов мы обратили внимание
на то, что выход гистидинового компонента значительно выше аргинянового, что
отмечалось и ранее [2J. В связи с этим мы решили провести ряд экспериментов по
выделению основных глобулиновых фракций с целью установления их количествен-

576
Краткие сообщения
ного соотношения. Глобулины выделяли и разделяли по методу Росси-Фанелли [3].
Результаты исследований приведены в таблице.
Как видно из таблицы, Arg- и His-компоненты находятся в соотношении 1 :3,
а выход основной глобулиновой фракции'—17% от массы обезжиренной муки. При
длительном хранении обезжиренной муки выход глобулина в процессе экстракции
10%-ным NaCl, pH 7,4, уменьшается, в то время как соотношение основных глобули-
новых компонентов остается прежним. Следовательно, основным глобулиновым
компонентом семян хлопчатника является гистидиновый.
ЛИТЕРАТУРА
[1] Н. Л. Овчинникова, М. А. К у ч е н к о в а, П. X. Ю л д а ш е в. Химия
природ, соедин., 404 (1975). [2] А. П. Ибрагимов, Ш. А. Арипджанов и др.
Молекулярные механизмы биосинтеза белков и нуклеиновых кислот хлопчатника.
Ташкент, 142 (1975). [3] A. R о s s i-F a n e 1 И. Biochem. Biophys. Res. Communs, 15,
110 (1964).
Ордена Трудового Красного Знамени
Институт химии растительных веществ
АН УзССР
Ташкент
Поступило
17. III 1980 г.
УДК 547.962.2
СПЕЦИФИЧЕСКАЯ МОДИФИКАЦИЯ ГИСТОНА HI СПИНОВЫМИ
И '^-МЕТКАМИ
О. Д. Тураев, И. С. Салитра, В. К. Буриченко, В. А. Шибнев
Для изучения микроструктуры, конформационных свойств и роли глобулярной
части гистона Ш тимуса теленка в процессе комплексообразования с ДНК, а также
влияния ферментативного фосфорилирования на прочность ДНП-комплекса
предполагается использование методов
'ЭПР и 19F-HMP. Необходимым
условием при этом является
избирательное введение меток в молекулу
белка.
В данной работе рассматривается
метод специфической модификации
гистона HI спиновыми и 19Р-метками
по единственному остатку Туг-72,
расположенному, согласно
литературным данным [1, 2], в глобулярной
части макромолекулы. Метод
основан на присоединении нитроксильной
и трифторацетильной группировок к
3-аминотирозильному производному
гистона HI при значениях рН,
исключающих возможность
модификации е-аминогрупп белка.
З-Амино-Tyr-Hl мы получили,
согласно [3, 4], нитрованием гистона
тетранитрометаном и последующим
его восстановлением дитионитом натрия в качестве спин-метки использовали 2,2,5,5-
тетраметил-З-дихлортриазиниламинопирролидин-1-оксил (1). Спин-метку в молекулу
гистона вводили следующим образом. К раствору 6 мг 3-амино-Туг-Н1 в 0,95 мл 0,1 М
ацетатного буфера рН 5,5 добавляли при перемешивании 0,05 мл 1%-ного спиртового
раствора I. Смесь инкубировали 20 ч при комнатной температуре и избыток радикала
отделяли гельфильтрацией на колонке с сефадексом Q-25 (medium), уравновешенной
0,01 М NaCl. На рис. 1 приведен спектр ЭПР спин-меченого по Туг-72 гистона HI.
Степень модификации, определенная по соотношению интенсивностей спектров ЭПР спин-
меченого гистона и стандартного раствора радикала, составляла 0,8. Вид спектра ЭПР
свидетельствует о слабой иммобилизации спиновой метки на белке. Это в свою очередь
говорит о том, что остаток Туг-72 располагается скорее всего на поверхности
глобулярной части макромолекулы гистона HI.
Рис. 1. Спектр ЭПР гистона HI, меченного
радикалом 1 по Tyj-72 (0,01 м NaCl,
радиоспектрометр РЭ-1306).

Краткие сообщения
577
Атомы 19F вводили в молекулу белка путем трифторацетилирования 3-амино-
Туг-Hl тиоэтиловым эфиром трифторуксусной кислоты (II). Для этого к раствору
30 мг 3-амино-Туг-Н1 в 5 мл 0,1 М фосфатного буфера рН 6,5 добавляли 0,3 мл
1,5%-ного спиртового раствора реагента II. Избыток метки II удаляли гельфильтра-
цией на колонке с биогелем Р-2, уравновешенной 0,01 М НС1, после чего раствор
белка лиофилизовали.
Наличие на спектре 19F-HMP гистона HI (рис. 2) одной резонансной линии
свидетельствует о специфической модификации белка. Селективность присоединения
^ЛД^лл
4 2 2 М.З.
Рис. 2. Спектр i9F-HMP трнфторацелмжровано-
го по Туг-72 гистона HI (DaO; О—CF3COOH;
число сканирований 3000; Varian XL-100).
метки подтверждается также отсутствием в ПМР-свектре модифицированного
гистона резонанса орто-Н ароматического цикла тирознна-72.
ЛИТЕРАТУРА
[1] Е. М. Bradbury, P. D. Carry, С. Crane-Robinson, W. E. Rattle.
Arm. N. Y. Acad. Sci., 222, 266 (1973). [2] E. M. Bradbury. Differentiation, 13, 37
(1979). [3] J. F. Riordan, M. S ok0 I о vsky, B. L. Va 11 ее. J. Am. Chem. Soc, 88,
4104 (1966). [4] G. E. Chapman, P. G. Hartman, P. D. Сагу, Е. M.
Bradbury, D. R. Lee. Eur. J. Biochem., 86, 35 (1978).
Институт химии им. В. И. Никитина Поступило
АН ТаджССР 8. IV 1980 г.
Душанбе
Институт молекулярной биологии
АН СССР
Москва
УДК 547.962.5
ИССЛЕДОВАНИЕ ГЛОБУЛИНОВ СЕМЯН ХЛОПЧАТНИКА
XXIII. Изоэлектрофокусировка 7S глобулина
в борат-полиольной системе
Н. Л. Овчинникова, М. А. Кученкова, П. X. Юлдашев
При исследовании структуры 7S глобулина семян хлопчатника выделили
эквивалентные количества парных пептидов с одинаковой аминокислотной
последовательностью, но различающихся электрофоретическим поведением [1]. Существование
подобных пар пептидов — следствие различия двух типов полипептидных цепей,
заключающегося в разной степени амидирования последних. В связи с этим необходимо
исключить возможную гетерогенность 7S глобулина, что могло бы также привести
к появлению кислых и основных пептидов с одинаковой аминокислотной
последовательностью, тем более, что в литературе есть данные о гетерогенности 7S белков
семян бобовых [2].

578
Краткие сообщения
Для выявления множественных форм 7S глобулина мы использовали методы
ионообменной и аффинной хроматографии на ДЭАЭ-сефадексе А-50 и сефарозе 4В
соответственно (рисунок а, б). В обоих случаях 7Бглобулин количественно
вымылся одним симметричным пиком, что свидетельствует о гомогенности белка.
Отсутствие множественных форм 7S глобулина подтвердили также изоэлектрофокуси-
рованием последнего и его субъединиц в борат-полиольной системе по описанному
методу (рисунок а) [3].
Таким образом, использовав хроматографические методы и изоэлектрофокуси-
ровку, мы не обнаружили множественных форм 7S глобулина, следовательно он
¦го
-1,6
-V
-0,3
"О
t
\ е
\ l
-¦ 41—'—II-
0,5
0,4
в,г
125
265
4Я 50 101
15В 5 10
номер фракции
Хроматография 7S глобулина:
." '".»
а —на колонке с ДЭАЭ-сефадексом А-50 (2X100 см, 170 мг, "V=42 мл/ч,
фракции по 10 мл, А — элюция 2М NaCl); б—на колонке с сефарозой 4В (2X80 см,
К=10 Mi/ч, 120 мг, *ракц;ш по 3,5 мл, фосфатный буфер с добавлением 0,4М
NaCl, Б-буфер+0,2М галактоза); в —изоэлектрофокусирование 7S глобулина в
борат-полиолыюй системе (18 ч, /=5 мА, К=900 В).
является гомогенным белком и наличие парных пептидов с одинаковой
аминокислотной последовательностью, различающихся электрофоретическим поведением,
обусловлено исключительно разной степенью амидирования двух типов полипептидных цепей,
составляющих молекулу 7S глобулина.
ЛИТЕРАТУРА
[1] Н. Л. Овчинникова, М. А. Кученкова, Т. Д. Касымова,
П. X. Юлдашев. Химия природ, соедин., 687 (1977). [2] V. Н. Thanh, К. О k u-
Ьо, К- Shibasaki. Plant Physiol., 56, 19 (1975). [3] Г. Ю. Ажицкий,
Г. В. Троицкий, К. Д. Малый. Лаб. дело, № 12 (1975).
Ордена Трудового Красного Знамени
Институт химии растительных веществ АН УзССР
Ташкент
Поступило
28. IV 1980 г.
УДК 543.422+376.1
КОРРЕЛЯЦИЯ ХИМИЧЕСКОГО СДВИГА С-1' С ВИЦИНАЛЬНЫМИ
КОНСТАНТАМИ СПИН-СПИНОВОГО ВЗАИМОДЕЙСТВИЯ ПРОТОНОВ
Н-1' И Н-2' В ПИРИМИДИНОВЫХ НУКЛЕОЗИДАХ
Э. Л. Купче
В работах по конформации компонентов нуклеиновых кислот [1—4] остается
не выясненной природа изменений химического сдвига С-1' рибозного цикла.
Исследуя влияние растворителей на конформацию пиримидиновых нуклеозидов
уридина и цитидина, мы установили наличие корреляции между химическими
сдвигами С-Г и вицинальными константами спин-спинового взаимодействия (КССВ)
протонов Н-Г и Н-2' (рисунок).

Краткие сообщен:;- 579
Можно показать, что при изменении конформаиии рибозного цикла с 2'-эндо
(S) на З'-эндо (N) ориентация основания относительно цикла рибозы меняется с
квазиэкваториальной на квазиаксиальную. Мы предполагаем, что причиной изменения
химического сдвига С-1' является неодинаковый вклад а-эффекта [5] вследствие
изменения конформационного равновесия рибозного цикла. На это указывают изменения
вицинальных КССВ протонов Н-Г н Н-2'.
Необходимо учитывать также сильное влияние изменения распределения
электронной плотности в основании на химический сдвиг С-1', о чем свидетельствуют
изменения химических сдвигов 13С в основании. Этим можно объяснить значительные
отклонения (см. рисунок) в случае протонных растворителей.
38
89
?0
St
• 1
ог
2 3 4 5 6
Jr-г-Гч
Корреляция химического сдвига С-1' с вицнналь-
ными КССВ протонов Н-Г и Н-2' в цнтндмне
(/) и уридине (2). Уравнение прямой построено
по методу наименьших квадратов и описывается
формулой 3=0,99 Уг_2- +94,0.
Влияние растворителя на химический сдвиг внутреннего стандарта
незначительно [6].
Спектры ЯМР 'Н и 13С снимали на спектрометре WH-90 на частотах 90 н 22,
63 МГц соответственно при температуре 27±Г. Внутренний стандарт циклогексан, в
водных растворах — диоксан.
ЛИТЕРАТУРА
[1] Т. Schleich, В. P. Cross, В. J. Blackburn, I. С. P. Smith. Struct.
Conform. Nucl. Acids and Protein—Nucl. Aci'd Interaction. Proc. Annu. Harry
Steenbock Symp. 4 th, 1974, 223 (1975). [2] S. U e s u g i, M. Ikehara. J. Amer. Chem.
Soc, 99, 3250 (1977). [3] M. P. S с h w e i z e г, Е. В. В a n t a, J. T. Wi t k о w s k i,
R. K- Robins. J. Amer. Chem. Soc, 95, 3770 (1973). [4] R. A. Komorski,
I. R. Peat, G. С Levi. Top. C-13 NMR Spectr., 2, 179 (1976). {5] А. С. Ш а ш к о в,
О. С. Чиж о в. Биоорган, химия, 2, 437 (1976). [6] М. R. Bacon, G. Е. М а с i e 1.
J. Amer. Chem. Soc, 95, 2426 (1973).
Всесоюзный научно-исследовательский институт Поступило
прикладной биохимии 8. IV 1980 г.
Олайне
дмсо
дмсо — */о
Пиридин —г» О
ДМФА
S2
А? г-
D2Q
СНОВ
*— Пиридин

580
Краткие сообщения
УДК 577.161.2:542.95
СИНТЕЗ Зр-ФТОРВИТАМИНОВ D, И Ds
Р. И. Яхимович, Н. Ф. Фурсаева, В. Е. Пашинник
Впервые синтез биологически активного фтораналога витамина D3—Зр-фторви-
тамина D3 мы осуществили в 1974 г. [1—3]. В настоящем сообщении описан синтез
Зр-фторпроизводных витаминов D2 (Va) и Ds (V6) и их провитаминов — 3|3-фторэрго-
стерина (IVa) и ЗР-фтор-7-дегидроситостерина (IV6).
I. tt. R=R,
6. R= R.
н3с i
a. r= R,
S. R= R,
¦KJ^Ah
¦N
Q.R= R,
6.R = R„
CeH
'6" 5
6.R= R,
Ж
0
a. R= r,
S. R= R0
C6H5
CH,
R =
CH,
сн3
C2H5
CH,
CH,
Провитамины IVa и IV6 синтезировали исходя из эргостерина (la) и 7-дегидро-
ситостерина (16). Прямое фторирование 1а и 16 морфолинотрифторидом серы или
2-хлор-1,1,2-трифторэтиламином сопровождается нарушением системы сопряженных
двойных связей кольца В и не приводит к замене гидроксильной группы при С3 на
фтор. Поэтому мы провели защиту 5,7-двойных связей образованием 1,4-цикло-
аддуктов (Па и 116) с 4-фенил-1,2,4-триазолин-3,5-дионом.
Соединение Па—т. пл. 190—192° (метанол), [а]д—130° (с 0,5; хлороформ). Лит,
данные: т. пл. 190—191° (метанол), [я]д—148° [4].
Соединение Пб—т. пл. 190—191° (метанол), [я]^—88° (с 0,5: хлороформ)
Хша"5°Н; 255 нм 0g? 3.62); ^max: 348°- I76°- I710' I605. I50i I465« 14Э0- 1285
1150, 1075, 1040, 1025, 690.
Аддукты Па и Пб фторировали в Cff2CI2 морфолинотрифторидом 4серы и с
50%-ным выходом получили 33-фтораддукты (Ша и Шб).
Соединение Ша — т. пл. 176—177° (ацетон), [а]д — 134° (с 0,5; хлороформ);
с,Н5он.
№? ¦ 255 нм (lge 3,63: v™r: 1760, 1700, 1605, 1510, 1462, 1400, 1280, 1165
пых \ о » го ах
1140, 1075, 1035, 1012, 975; М+ 573.
Соединение Шб—т. пл. 120-121° (метанол), |>]д — 89,5° (с 0,5; хлороформ)
х??а"5°Н: 255 нм (Ige 3,65); v^J 1760, 1710,1605, 15Э5, 1465, 1400,1250, II65,
1140, 1075, 1038, 1013, 945, 690; М+589.
Регенерацию двойных связей осуществляли нагреванием Ша и Шб в 7% -ном
растворе метилата натрия в метаноле при 70° в течение 30 мин и после хроматогра-
фирования на А1203 в петролейном эфире выделили IVa и IV6 в кристаллическом виде.
Соединение 1Уа—т. пл. 139—140° (ацетон), Мд—109,7° (с 0,5; хлороформ);

Краткие сообщения
581
хша"5°Н: 272>282'293 нм ('se 3>";4'03; 3'76)= vSa^; 166°-1605> 1468> 137°. изо,
1050, 1020, 945: М+398.
Соединение IV6-T. пл. 105° (ацетон), [а]2^—115° (с 0,5; хлороформ); 1^0Н
272, 282, 293 нм (lgs 3,96; 4.00; 3,76); ч™?. 1660, 1605, 1465, 1370, 1135, 1045, 1015,
949; М+ 414.
ЗВ-Фторвитамины Va и V6 получили после УФ-облучения 0,2%-ных спиртовых
растворов IVa и IV6 эритемными лампами с люминофором Э-3 (максимум излучения
302—305 нм) в ЗВ-фторпревитамины, термической изомеризации последних и хрома-
тографического разделения реакционной смеси на А1203 (акт. II ст.) в петролейном
эфире.
Соединения Va и V6 получили в виде бесцветного масла, Va—Щ : 265 нм
(lgs 4,28), [а]^+34° (с 0,5; хлороформ); v^: 1680, , 1605, 14 60, 1370, 1120, 1025,
945; М+398; V6-X^0H: 265 нм (lgs 4,278); [af°+29,8° (с 0,5; хлороформ): v^:
1680. 1605, 1450, 1365, II20, 1025, 945: М+ 414.
ЛИТЕРАТУРА
[1] Р. И. Яхимович, В. М. К ли м а шев ский. Укр. биохим. ж., 46, 124
{1974). [2] Р. И. Яхимович, В. М. К л и м а ш е в с к и й, Г. М. Сегаль. Хим.-
фармацевт. ж., 10, 58 (1976). [3] Р. И. Яхимович, Н. Ф. Фурсаева, Г. М.
Сегаль. Биоорган. химия, 2, 1526 (1976). [4] D. H. R. В а г t on, Т. Shioiri,
D. A. Widdo wson. J. Chem. Soc. (c), 1968 (1971).
Ордена Трудового Красного Знамени Поступило
Институт биохимии им. А. В. Палладина 7. IV 1980 г.
АН УССР
Киев
УДК 547.778.593.4
ТРИ ИЗОМЕРНЫХ ОКСАЗОЛИДОНОВЫХ ПРОИЗВОДНЫХ
В МОРСКИХ ГУБКАХ СЕМ. APLYSINIIDAE
Т. Н. Макарьева, В. А. Стоник, Р. Гра, X. Валуха
Многие соединения среди бромсодержащих метаболитов губок сем. Aplysiniidae
проявляют высокую биологическую активность [1]. Мы изучили этанольные
экстракты семи видов этого семейства, относящихся к двум родам: Aplysina и Verongula.
Губки Aplysfna fistularis, A. archeri, A- lacunosa, A. cauliformis (1-й и 2-й сбор),
A. sp. Verongula rigida собраны около Гаваны, A. fistularis (форма fulva) — около
Монсанильо (Куба).
Сконцентрированные в вакууме этанольные экстракты губок многократно
обрабатывали этилацетатом. Этилацетатный экстракт упаривали в вакууме и хромато-
графировали на кизельгеле 60 (Мерк) сначала в системе гексан — этилацетат (1:1),'
затем — этилацетат. В полученной серии бромсодержащих индивидуальных
соединений мы идентифицировали три изомерных полярных вещества (1а—в),
окрашиваемых на тонкослойной пластинке с силикагелем марки L (ЧССР) реактивом Драг-
гендорфа в интенсивный оранжевый цвет.

582 Краткие сообщения
( + )-Изомер оксазолидонового производного (1а), выделенный из губки A. fistu-
laris с 0,19%-ным выходом на сухой вес, имел т. пл. 226—227° (этанол); [а]2р +7,1°
(с 0,35; метанол). Масс-спектр: + 438, 436, 434 (1 :2:1). УФ-спектр: Хгаах в
метаноле 275, 293 нм (Ige 2,75; 2,62). ИК-спектр: vmax в КВг 3325, 3190 (N—Н), 1760,
1740, 1720 (С=0) см—1. Соединение 1а было идентично по всем характеристикам
описанному ранее бромированному соединению, выделенному из A. lacunosa [2]. Это
же производное мы выделили также из A. cauliformis (2-й сбор), A. archeri и A. sp.
(—)-Энантиомер 16, идентичный 1а по УФ и масс-спектрам, мы обнаружили
в губке Verongula rigida (0,003%), т. пл. 220—222°, [а]д° — 6,5° (с 0,44; метанол).
Соединение 16 выделили также из экстрактов A. lacunosa (Verongia lacunosa)
с 0,055%-ным выходом на сухой вес. Интересно, что из того же вида, собранного
у побережья Пуэрто-Рико, ранее получили ( + )-энантиомер [2]
Рацемическую форму (1в), т. пл. 247—249° (этанол), получили из экстрактов
A. cauliformis (1-й сбор) и A. fistularis (fulva) с 0,007 и 0,002%-ными выходами
соответственно. УФ- и масс-спектры 1в идентичны спектрам 1а и 16. В ИК-спектрах
(КВг) имеются небольшие отличия в положении ряда полос поглощения и их
относительной интенсивности. Рацемическая форма, полученная нами после совместной
кристаллизации из метанола одинаковых количеств la (V. rigida) и 16 (A. sp.), была
идентична 1в (смешанное плавление, сравнение ИК-спектров).
(—)-Изомер и рацемическая форма 16 и 1в соответственно в морских губках
обнаружены впервые.
ЛИТЕРАТУРА
[1] L. Minale, G. Ci m i n о, S. De Stefano, G. S о d a n o.. Fortstritte d;
Chem. Org. Naturst, 33, 1 (1976). [2] D. B. Borders, G. O. Morton, E. R.
Wetzel. Terrahedron Lett., 2709 (1974).
Тихоокеанский институт биоорганической химии Поступило
Дальневосточного научного центра АН СССР 26. III 1980 г.
Владивосток

С. Д. М и х н о, В. М.
Березовский. Успехи химии биотина. . . 445
М. С. Дудкин, Н.А. Родионова,
И. С. Казанская, И. В.
Горбачева, Е. И. К о з а р е з, Н. А. Д е н и-
с ю к. Изучение продуктов гидролиза
ксилана Melilotus albus эндо-1,4-?!-кси-
ланазой 477
А. Л. Казаков, И. И. Самокиш.
Углеводы, аминокислоты, фитин и
макроэлементы травы Trifolium pratense. 483
Ф. Ю. Г а з и з о в, А. Ш. И с а м у х а-
медов, С. Т. А к р а м о в. Изучение
фосфолипидов хлопчатника сорта
159-Ф в процессе его развития. . . 485
Ю. Е. Скляр, Н. В. Родионова.
Модификация природных кумаринов.
Реакция эфиров келлактона с
аминами. . . . . . . . 48 8
A. И. С ы р ч и н а, Г. Г. За
песочная, Н. А. Тюкавкина, М. Г.
Воронков. 6-Хлорапигенин из Equise-
tum arverise 499
М. И. Г о р я е в, Ф. С. Ш а р ип о в а,
Л. А. Е л ь ч и б е к о в а, С. Ш а т а р,
Л. К. Тихонова. Химический состав
эфирных масел полыней Монголии —
Artemisia xerophytica и A. xantaphora. 501
B. А. Хан, Ю. В. Гати лов, Ж. В.
Дубовенко, В. А. Пентегова.
Моно- и сесквитерпеноиды живиц
Pinus koraiensfs и P. pumila.
Кристаллическая структура 1р\ 4<хН, 7аН,
10рН-гвайан-5а, 14-диола. . . . 505
C. В. С е р к е р о в. Стереохимия эв-
десманолидов Ferula oopoda. . . 510
Н. Д. П о х и л о, Г. В.
Малиновская, В. В. Маханьков, В. Ф.
Ануфриев, Н. И. Уварова. Три-
терпеноиды из листьев Betula lanata. 513
Я. В. Рашкес, Н. К. Абубаки-
р о в. Особенности масс-спектров зкди-
стероидов с различным числом OR-
групп. . . . . . . .518
А. У. М а м а т х а н о в, М.-Р. И.
Ш а м с у т д и н о в, Т. Т. Ш а к и р о з.
Выделение экдистерона из корней Rha-
ponticum carthamoides. . . . 528
S. D. M i с h n о, V. M.
Berezovsky. Progress in chemistry of biotin.
M. S. D u d k i n, N. A. Rodiono-
v a, I. S. К a z a n s k а у a, I. V. Gor-
bacheva.lE. I. Kozarer, N. A. D e-
n i s у u k. Study of hydrolyzates of xy-
lan Melilotus albus by endo-l,4(5-xyla-
naze.
A. L. К a z a k о v. I. I. Samokish.
Carbohydrates, amino acids, phytin and
macroelements from the herba Trifolium
pratense.
F. U. G a z i z о v, A. S. Isamukha-
medov, S. Т. А с r a m о v. Study of
the cotton phospholipids of the brand
159-F in the development process.
J u. E. Sklyar, N. V. Rodiono-
v a. Modification of natural coumarins.
Reaction of cellactone ethers and amines.
I
A. I. S у г с h i n a, G. G. Z a p e s o-
chnaya, N. A. Tyukavkina, M. G.
Voronkov. 6-Chloroapigenin from
Equisetum arvense.
M. I. Goryaev, F. S. S h a r i p o-
va, L. A. El't ch ibekov a, S. Sha-
tar, L. K. Tikhconova. Chemicai
composition of essential oils of
Mongolia Artemisia xerophytica and A.
xantaphora.
V. A. Khan, Y. V. G a t i 1 о v, G. V.
Dubovenko, V. A. Pentegova.
Mono-and sesqui'terpenoids from oleore-
sins of Pinus koraiensis, Pinus pumila.
Crystal structure of 1,4H, 7H, 10H-
guaian-5, 14-diol.
S. V. S e r k e г о v. Stereochemistry of
evdesmanolides of Ferula oopoda.
N. D. P о k h i 1 o, G. V. Malinovs-
k а у a, V. V. M a k h a n k о v, V. F.
Anufriev, N. I. Uvarova. Triter-
penoids from the leaves of Betula lanata.
J a. V. Rashkes, N. K. Abubaki-
г о v Mass spectra features of ecdyste-
roids with the different OR-group
number.
A. U. Mam ate ha no v, M.—R. I.
Sh amsutdi'nov, Т. Т. S-hakirov.
Isolation of ecdisterone from the roots
of Rhaponticum carthamoides.

А. В. Камерницкий, А. М. Т у-
рута, Нго Тхи Май Ань.
Трансформированные стероиды. 118.
Геометрическая изомерия 20-карбэтоксигидра-
зонов 16, 17а-циклопропанопрегн-5-ен-
ЗВ-ол-20-она 530
A. П. Щ е л о чко в а, Ю. С. В о л-
леррнер, К. К. Кошоев. Томато-
зид А из семян Licopersicum esculen-
tum 533
И. А. Иср аилов, Ф.М. Me ликов,
М. С. Ю н у с о в, Д. А.
Муравьева, С. Ю. Ю н у с о в. Строение
ледерина 540
О. Д. Тур а ев, Л. И. М а р ь я ш,
В. К. Буриченко, В. А. Ш и б н е в.
Синтез трифтОрацетильных
производных олигопептидов — аналогов фосфо-
рилируемого участка 33—40 гисто-
на HI 542
И. И. Бардышев, Н. Г. Козлов,
Т. К. В я л и м я э, Т. И. П е х к. Синтез
и изучение строения новых N-замещен-
ных 2-метил-5-(1-метилэтил)-циклогек-
силаминов. ...... 546
К. Гиясов, Н. А. Алиев, Ч. Ш.
Кадыров. Бензоксазолиноны. II.
Синтезы 3-винилбензоксазолинонов и 3-ви-
нилбензоксазолинтиона .... 553
B. X. Митина, Р. И.
Якубовская, Б. А. Клящицкий, Ф. М.
Шемякин. Выделение и очистка
биополимеров методом аффинной
хроматографии. VI. Получение и свойства
аффинного адсорбента с полисахаридной
вставкой для очистки протеолитических
ферментов. ...... 556
Л. С. Смирнова, Г. Н. Д а л и м о-
в а, X. А. А б д у а з и м о в. ПМР-
спектры диоксанлигнинов некоторых
растений сем. Мальвовых. . . . 560
¦Ш,.
Краткие сообщения
А. С. Р о м а н о в а, А. В. П а т у-
д и н, А. М. Махмедов, Л. Н. Пер-
в ы х. Хиноны Salvia bucharica, S. dra-
cocephaloides и S. korolkowfi. . . 564
A. Д. Маткаримов, Э. X. Б а
тиров, В. М. М а л и к о в, Е. С е й т м у-
р а т о в. Кумарины Haplophyllum ob-
tusifolium ... .... 565
Т. А. Степанова, В. И. Г л ы з и н.
Флавоноиды Tanacetum boreale. I. . 566
П. X о ж а м б ер ген ов а, К. Ф.
Блинова. Флавоноиды Astragalus
ammodendron 566
Т. Г. С а г ар еиш в и л и, М. Д.
Алания, Э. П. Кемертелидзе. Феноль-
ные соединения Leucanthemum vulgare. 567
B. А. Компанцев, П. М. Г а й-
д а ш. Флавоноиды листьев Salix albaX
babilonica. ...... 568
Н. Н. Лемешев, Г. П.
Кудрявцев, А. П. В о л ы н е ц. О флавоноид-
ных гликозидах некоторых видов рода
Lupinus 569
А. V. Kamernitzky, A. M. T u г и-
ta, Nho Thi Mai Ann. Transformed
steroids. 118. Geometrical isomerism of
20-carbethoxy hydrazones 16, 17a-cyt-
opropylpregn-5-en-3[3-ol-20-ones.
A. P. Schelochkova, J u. S, Vol-
! e r n e г, К. К. К о s h о е v. Tomatosido
A., from the seeds of Licopersicum escu-
lentum.
I. A. I s r ail о v, F. M. Melikov,
H. S. Y и n и s о v, D. A. Murav'eva,
5. Y u. Y и n и s о v. The structure of
lederine.
0. D. Turaev, L. I. Mar'yash.
V. K. Burichenko, V. A. Shi'bnev.
The synthesis of TFA-derivatives of the
Dligopeptides, which are the analogs of
the 33—40 region of histone HI, before
the phosphorfation.
1. I. В a r d у s h e v, N. G. К о z 1 о v,
Т. К- V у а 1 i m у a e, T. I. P e n k. Syn-
tesis and investigation of structure of
the new N-derivatives 2-methyl-5-(l-met-
hylethyl) —cycfohexylamines.
K. G i у a s о v, N. A. A 1Г е v. Ch. Sh.
К a d i г о v. Benzoxazolinones. II. The
syntheses of 3-vinylbenzoxazolinones and
3-vinylbenzoxazolinthione.
V. Ch. Mi tin a, R. I. Yakubovs-
kaya, B. A. Kly a shit sky, F. M.
Shemyakin. Isolation and
purification, of biopolymers by affinity chroma-
:ography. VI. Preparation and properties
Df the affinity adsorbent with a polysac-
;haride shacer for purification of
proteolytic enzymes.
L. S. Smirnova, G. N. Dalimo-
v а, С h. A. A b d и a s i m о v.. PMR
spectra of dioxanlignins of some plants
fn Malvaceae famely.
Short communications
A. S. R о m a n о v a, A. V. P a t и d i n,
A. M. M a k h m e d о v, L. N. Pervykh.
Quinones of Salvia bucharica, S. draco-
cephaloides and S. korolkovii.
A. D. Matkari'mov, E. К h. В a t i-
r о v, V. M. M a 1 i k о v, E. Seitmu-
r a t о v. Coumarins of Haplophyllum
obtusifolium .
T. A. S t e p a n о v a, V. I. G 1 у s i n,
Flavonoids of Tanacetum boreale. I.
P. Hozhambergenova, K. F.
Blinova. Flavonoids of
Astragalus ammodendron.
T. G. Saga reish wf 1 i, M. D.
Alania, E. P. Kemertelidze.
Phenol compounds of Leucanthemum
vulgare.
V. A. Komp an t s e v, P. M. G a i-
dash. Flavonoids of the leaves Salix
alba X babflonica.
N. N. L e m e s h e v, G. P. К и d r y-
avtsev, A. P. Volinets. On thefla-
vonoid glicosides of some specimens
of Lupinus genus.

О. А. Денисова, В. И. Глызин,
А. В. Пат удин. Ксантоновые глико-
зиды Swertia iberita. .... 569
Е. В. Соловьева, В. И. Глызин.
A. В. Патудин. Гентиабаварозид
из Swertia connata. .... 570
П. Хожамбергенова, К. Ф.
Блинова. Фенолкарбоновые кислоты
Astragalus flexus 571
М. И. Г о р я е в, Ф. С. Ш а р и п о в а,
Л. А. Е л ьчиб ек о в а, Е. С. Не-
делько. Эфирное масло Artemisia
heptapotamica. ..... 572
А. И. Ю ну со в, Б. X. Абдуази-
м о в, Г. П. С и д я к и н. Дентатин А из
Tanacetum vulgare 573
И. И. Б а р д ы ш е в, А. С. Дегтя-
ре н к о. Монометиловый эфир пинифо-
ловой кислоты в хвое Pinus silvestris. 573
3. С. Кемоклидзе, Г. Е. Дека-
носидзе, Э. П. Кемертелидзе.
Леонтозид D из Fatsi'a japonica. . 574
Т. Ю. Шадрина, Т. С. Юнусов,
П. X. Ю л д а ш е в. Об основных глобу-
линовых компонентах семян
хлопчатника 575
О. Д. Тур а ев, И. С. Салитра,
B. К- Буриченко, В. А. Шибнев.
Специфическая модификация гистона
HI спиновыми и 19Р-метками. . . 576
Н. Л. Овчинникова, М. А. К у-
ченкова, П. X. Юлдашев.
Исследование глобулинов семян хлопчатника.
XXIII. Изоэлектрофокусировка 7S
глобулина в борат-полиольной системе. . 577
Э. Л. Купче. Корреляция
химического сдвига С-1 с вицинальными
константами спин-спинового
взаимодействия протонов Н-1' и Н-2' в пирими- •
диновых нуклеозидах 578
Р. И. Яхимович, Н. Ф. Фурсае-
в а, В. Е. Па шинник. Синтез 3[5-
фторвитаминов D2 и Ds- . - • 580
Т. Н. Мака р ьев а, В. А.
Стони к, Г. Г р а, X. Валуха. Три
изомерных оксазолидоновых производных
в морских губках сем. Aplysiniidae. . 581
О. A. D e n i s о v а, V. I. G 1 i z i n,
А. V. Р a t u d ( п. Ksantone glicosides
of Swertia iberica.
E. V. Solov'eva, V. I. Gl у sin,
A. V. P a t u d i n. Gentiabavarozid from
Swertia connata.
P. Hozhambergenova, K. F.
В 1 i n о v a. Phenolcarbonfc acids from
Astragalus flexus.
M. I. Goryaev, F. S. Sharipova,
A. A. Elgibekova, E. S. Nedelko.
Essential oil of Arttemisia heptapota-
mica.
A. I. Yunusov, В Kh. Abduasi-
m ov, G. P. S f d у a k i n. Dentatin A
from Tanacetum vulgare.
J. J. Bardyshev, A. S. Degtya-
r e n k o. The pinifolic acid monomethyl
ester in needles of Pihus silvestris.
Z. S. Kemoklidze, G. E. Deka-
nosidse, E. P. Kemertelidze.
Leontosid D from Fatsia japonica.
T. Y u. S h a d r i n a, T. S. Yunusov,
P. С h. Yuldashev. On basic
components of globulines from cotton seeds.
O. D. Turaev, I. S. Salitra, V. K.
Burichenko, V. A. Shibnev. The
specific modification of hfetone HI by
spin and 19F-labels.
N. L. Ovtchinni kova, M. А. К u- .
chenkova, P. H. Yuldashev.
Studies on globulins from cotton seeds.
XXIII. Isoelectric focusing on 7S
globulin in borat—polyalcohol sfstem.
E. L. К и р с h e. Correlation of
chemical1 shift of C-l' and vicinal protons
H-l' and H-2' coupling in pyrimidine-
nucleosides.
R. I. Yakhimovich, N. F. Fur-
s a e v a, V. E. P a s h i n n i k. Synthesis
of 3-P-fluorovitamfns D2 and D5.
T. N. Makarieva, V. A. S t о п i k,
R. G r a, J. V a 1 u k h a. Three izomeric
oxazolidone derivatives of marine
sponges of the family Aplysiniidae.

586
УДК 577.16
Успехи химии биотина. С. Д. Михн о, В. М. Б ер ез ов ски й. Ж. «Химия
природных соединений», № 4, 1980, Илл. 19, библ. 103.
В обзоре приведены методы синтеза биокатализатора биотина. Обсуждены
существующие способы получения биотина и его стереоизомеров на основе дигало-
идалканов, эфиров дикарбоновых кислот, Сахаров, производных тиофена и т. д.
Рассмотрены принципиальные возможности образования биотина.
УДК 547.458.8 : 577.154.33/34
Изучение продуктов гидролиза ксилана Melilotus albus, эндо-1,4-|3-ксиланазой.
М. С. Д у д к и н, Н. А. Родионова, И. С. Казанская, И. В. Горбачева,
| Е. И. К о з а р ез\. Н. А. Д е н и с ю к. Ж- «Химия природных соединений», № 4,
1980. Илл. 1, библ. 9.
Ферментативный гидролиз 4-О-метилглюкуроноксилана донника белого высоко-
очищенной гомогенной эндо-1,4-|3-ксиланазой из Aspergillus niger 14 показал, что
за 72 ч фермент гидролизует 97% полисахарида.
В гидролизате после действия фермента обнаружены кислые и нейтральные
олигосахариды. Исследование выделенной гексауроновои кислоты показало, что
глюкуроновая кислота присоединена к невосстанавливающему концу ксилоолиго-
сахарида, что свидетельствует о специфичности действия фермента на
полисахарид.
УДК 615.322 : 547.455 : 547.466.1
Углеводы, аминокислоты, фитин и макроэлементы травы Tn'folium pratense.
А. Л. Казаков, И. И. С а м о к и ш. Ж. «Химия природных соединений». № 4,
1980. Библ. 15.
Методом хроматографии на бумаге в водном извлечении из травы клевера
лугового обнаружено два моносахарида. Один из них идентифицирован как
глюкоза. После гидролиза сухого водорастворимого экстракта хроматографией на бумаге
в присутствии достоверных образцов идентифицирована галактоза, арабиноза,
ксилоза и манноза.
С помощью хроматографического метода на бумаге в присутствии
достоверных образцов аминокислот идентифицированы фенилаланин, лейцин (изолейцин),
метионин, аспарагиновая кислота, пролин, аланин, гистидин.
Выделен и идентифицирован фитин с т. разл. 276°, после гидролиза получен
инозит с т. пл. 225—226° и обнаружены Са2+, Mg2+, P04~- Содержание золы в
траве клевера 8,4%, не растворимой в НС1—1,5%. Содержание макроэлементов
определено пламенной фотомерией раствора золы: К+—1620, Na+—310, Са2+—1240.
MgJ+—1090 мг%.
УДК 547.953:665.37
Изучение фосфолипидов хлопчатника сорта 159-Ф в процессе его развития.
Ф. Ю. Г а з и з о в, А. Ш. И с а м у х а м е д о в, С. Т. А к р а м о в. Ж. «Химия пои-
родных соединений», № 4, 1980. Табл. 1, библ. 9.
Изучено распределение фосфора по мере выделения фосфолипидов (ФЛ) на
шести стадиях развития хлопчатника. Выявлено, что дополнительная экстракция
метанолом ведет к выделению ФЛ. Как в семенах, так и в кустах хлопчатника в
процессе роста присутствуют фосфатидилхолин, фосфатидилннозит, фосфатидил-
этаноламин, Xi, X3, а также неидентифицированные ФЛ. По качественным
реакциям, хроматографической подвижности и литературным данным, Уг является
фосфатидной кислотой.
УДК 547.9 : 582.80
Модификация природных кумаринов. Реакция эфиров келлактона с аминами.
Ю. Е. Скляр, Н. В. Родионова. Ж. «Химия природных соединений», № 4,
1980. Илл. 14, табл. 4, библ. 7.

587
В результате реакции диэфиров келлактона с первичными и вторичными
аминами в мягких условиях получаются производные 4'-аминодигидросеселина. В
более жестких условиях происходит не только замещение 4'-ацилоксигруппы на
аминогруппу, но и размыкание лактонного цикла с образованием соответствующего
амида коричной кислоты.
Легкость гидролиза З'-ацилоксигруппы и последующей этерификации
образующихся спиртов, как и использование различных аминов, дает возможность
получения самых разнообразных ацилокси- и аминопроизводных.
УДК 547.972
6-Хлорапигенин из Equisetum arvense. А. И. Сырчнна, Г. Г. 3 а п е с о ч-
н а я, Н. А. Т ю к а в к и н а, М. Г. Воронков. Ж- «Химия природных
соединений», № 4, 1980. Илл. 1, библ. 9.
Из эфирорастворимой части метанольного экстракта травы хвоща полевого
выделено новое соединение 6-хлорапигенин CisHsClOs, M+ 304, т. пл. 305—306°,
лтах274, 336 (метанол). На основании данных УФ-, ПМР-спектроскопии и масс-
спектреметрин для соединения установлено 'троение 5,7,4'-триокси-6-хлорфлавона.
УДК 547.913.011.2
Химический состав эфирных масел полыней Монголии — Artemisia xerophytica
и A. xantaphora. М. И. Г о р я е в, Ф. С. Ш а р и п о в а, Л. А. Е л ь ч н б е к о в а,
С. Ш а т а р, Л. К. Тихонова. Ж- «Химия природных соединений», № 4 1980.
Илл. 2, библ. 5.
Исследован химический состав углеводородной фракции эфирных масел
эндемичных полыней Монголии — Artemisi'a xerophytica (полынь ксерофитная) и
Artemisia xantaphora (полынь желтая). В эфирном масле полыни ксерофитной
идентифицировано 22 углеводорода из 26, полыни желтой — 18 из 27.
УДК 547.595.9
Моно- и сесквитерпеноиды живиц Pinus koraiensis и P. pursiia.
Кристаллическая структура 1(5, 4аН, 7аН, 10рН-гвайан-5а, 14-диола. В. А. Хан, Ю. В. Г а-
т и л о в, Ж. В. Д у б о в е н к о, В. А. П е н т е г о в а. Ж- «Химия природных
соединений», № 4, 1980. Илл. 3, табл. 1, библ. 8.
Изучен состав моно- и сесквитертюноидов живиц двух видов XBOifmbix сем.
Ршасеае. В живице Pinus koraiensis Sieb. at Z u с с. идентифицировано 10
окисленных монотерпеноидов, 18 сесквитерпеновых углеводородов и 6 сесквитерпено-
вых спиртов. В живице Pinus pumila (Pall.) R g i. обнаружено 10 монотерпено-
вых углеводородов, 6 окисленных монотерпеноидов, 14 сесквитерпеновых
углеводородов и 4 сесквитерпеновых спирта.
Методом рентгеноструктурного анализа определена структура 1р\ 4аН, 7аН,
10рН-гвайан-5а, 14-диола — одного из продуктов гидроборирования — окисления
неидентифицированного сесквитерпенозого спирта, выделенного из обеих живиц.
УДК 547.913
Стереохимия эвдесманолидов Ferula oopoda. С. В. Серке ров. Ж- «Химия
природных соединений», № 4, 1980, Илл. 1, библ. 9.
На основании данных ЯМР-спектроскопии рассмотрены конфигурации бад-
хызинина, бадхызидина, оксилактона, ооподина, дегидроооподина и фероподина.
УДК 581.192 + 547.914
Тритерпеноиды из листьев Betula lanata. Н. Д. П о х и л о, Г. В.
Малиновская, В. В. Маханьков, В. Ф. Ануфриев, Н. И. Уварова. Ж. «Химия
j природных соединений», № 4, 1980. Илл. 1, табл. 1, библ. 6.
10—141

588
Из неомыляемой части эфирного экстракта листьев Betula lanata наряду
с 3-эпиокотиллолом (I) выделен новый тритерпен 20(S), 24^)-эпоксидаммаран-
За,11а,25-триол (V) и его производные — моноацетаты по С-3 (II) и С-11 (III),
а также монокетон по С-3 ;(IV). Структуры соединений I—V установили на
основании результатов физико-химических исследований.
УДК 543.51 + 547.926
Особенности масс-спектров экдистероидов с различным числом OR-rpynn.
Я. В. Р а ш к е с, Н. К. А б у б а к и р о в. Ж. «Химия природных соединений», № 4,
1980. Илл. 6, табл. 3, библ. 14.
Сопоставлены масс-спектры 15 фитоэкдистероидов и ацетильных производных.
При уменьшении числа OR-групп увеличивается вклад разрывов связей
стероидного скелета. 20, 22-Диолы характеризуются наибольшей значимостью распада по
связи С-20—С-22. Во всех спектрах обнаружены отчетливые признаки распада
боковой цепи по связям С-22—С-23, С-23—С-24 и С-24—С-25.
УДК 615.322
Выделение экдистерона из корней Rhaponticum carthamoides. А. У. Мама т-
ханов, М.-Р. И. Шамсутдинов, Т. Т. Шакиров. Ж. «Химия природных
соединений», № 4, 1980. Библ. 6.
Изучена растворимость экдистерона в индивидуальных растворителях и
смесях.
Разработан способ выделения экдистерона из корней Rhaponticum
carthamoides. Экстракцию из сырья проводили метанолом. Из сгущенного и разбавленного
водой экстракта жирные масла, дубильные и смолистые вещества удаляли
обработкой хлороформом. Сумму экдистероидов из очищенного водного раствора
извлекали смесью хлороформ — изопропиловый спирт (1:1). От красящих веществ
освобождались хроматографией на окиси алюминия (акт. II ст. по Брокману),
элюируя смесью метанол—хлороформ (1:2). Перекристаллизовали из смеси
метанол—этилацетат (1 :S). Получили 0,05% (к весу сырья) экдистерона.
УДК 542.91 : 547.92
Трансформированные стероиды. 118. Геометрическая изомерия 20-карбэток-
сигидразонов 16,17а-циклопропанопрегн-5-ен-3(3-ол-20-она. А. В. Камерницкий,
А. М. Турута, Нго Тхи Май Ань. Ж. «Химия природных соединений», № 4,
1980. Илл. 2, табл. 1, библ. 6.
При взаимодействии 3|3-ацетата З'-Н-циклопропа [16,17-а]прегн-5-ен-3|3-ол-20-она
(I) с карбэтоксигидразином в АсОН при 20° (экспозиция до 6 сут) образуется хрома-
тографически разделимая равновесная смесь 202-карбэтоксигидразона 3-ацетокси-
З'-Н-циклопропа [16,17-а]-прегн-5-ен-3|3-ол-20-он;а (II), т. пл. 190—195° и 20Е-карба-
токсигидразона 3-ацетокси-3'-Н-циклопропал[16,17-а]-прегн-5-ен-3|3-ол-20-она (III),
т. пл. 186—193° (соотношение 2: 1). Полученные геометрические изомеры
отличаются ИК-, ПМР- и КД- спектроскопией. Показано, что обнаруженная геометрическая
изомерия осуществляется через промежуточную енгидразинную форму.
УДК 547.918 : 547.926
Томатозид А из семян Licopersfcum esculentum. А. П. Щ е л о ч к о в а,
Ю. С. В о л л е р н е р, К. К. К о ш о е в. Ж- «Химия природных соединений», № 4,
1980. Илл. 1, библ. 19.
Приводятся результаты, подтверждающие строение фуростанолового гликози-
да из семян томата — отходов консервной промышленности. Из бутанольного
экстракта семян Licopersicum esculentum Mill, выделен фуростаноловый гликозид—
томатозид А (I), строение которого установлено как 3-0-|3-?>-глюкопиранозил-
(1 -> 2)-0-|3-?)-глюкопиранозил-(1 -> 4)-0-р-?>-галактопиранозид-25(5)5<х-фурост-Зр\
22а, 26-триол-26-0-Р-?>-глюкопиранозида. Одновременно на основании энзимати-
ческих и химических превращений получено три новых спиростаноловых гликозида

/ ' , . 4
589
неотигогенина: томатозид В (III)., являющийся 3-0-(3-?>-глюкопиранозил-(1^ 2)-0-
р-?>-галактоииранозид-25(8)-5а-сгщрост-Зр-олом, 3-0-(5-?>-глюкониранозил-(1 ->- 4)-
0-Р-?>-галактопиранозид-25(5)-5а-спирост-3(5-ол (V) и 3-0-р-?>-галактопиранозид-
25(5)-5а-спирост-Зр-ол (IV).
УДК 547.943
Строение ледерина. И. А. И с р а и л о в, Ф. М. М е л и к о в, М. С. Ю н у с о в,
Д. А. Муравьева, С. Ю. Ю н у с о в. Ж- «Химия природных соединений», № 4,
1980. Илл. 1, библ. 7.
Из Corydalis ledebouriana К а г. е t Kir. и Dicentra peregrina (R u d о 1 р h i')
F e d d e выделено новое спиробензилизохинолиновое основание ледерин с т. пл.
208—209° ^метанол), [a]D +13° (с 0,84; хлороформ). На основании спектральных
данных и химических превращений установлено его строение.
УДК 547.962.541.64
Синтез трифторацетильных производных олигопептидов — аналогов фосфо-
рилируемого участка 33—40 гистона HI. О. Д. Ту pa ев. Л. И. Марьяш,
В. К. Б у р и ч е н к о, В. А. Ш и б н е в. Ж. «Химия природных соединений», № 4,
1980. Илл. 1, табл. 1, библ. 10.
Карбодиимидным и модифицированным азидным методами синтезирован ряд
пептидных фрагментов, являющихся аналогами участка 33—40 гистона HI,
включающего фосфорилируемый остаток серина-37.
Осуществлено специфическое введение трифторацетильной метки по свободной
а-аминогруппе пептидов в условиях, когда остальные боковые группы блокированы
бензилоксикарбонильной (Z) защитой. В качестве трифторацетилирующего
реагента использовали тиоэтиловый эфир трифторуксусной кислоты. Удаление
Z-групп с конечных продуктов проводили' действием НВг в абс. CF3COOH.
УДК 547.233.07.088.8
Синтез и изучение строения новых N-замещенных 2-метил-5-(1-метилэтил)-
циклогексиламинов. И. И. Б а р д ы ш е в, Н. Г. К о з л о в, Т. К. В я л и м я э,
Т. И. Пехк. Ж. «Химия природных соединений», № 4, 1980. Илл. 3, табл. 3,
библ. 13.
Разработаны оригинальные методы синтеза N-замещенных 2-метил-5-(1-ме-
тилэтил)-циклогексиламинов реакциями гидроаминирования ( + )5-карвона
алифатическими нитрилами и гидроаминирования некоторых альдегидов и кетонов окси-
мом ( + ) S-карвона. Подобраны оптимальные условия осуществления этих
процессов. Методом ЯМР 1SC установлено, что в результате изученных реакций
образуется смесь N-замещенных карво-; изокарво-, неокарво- и неоизокарвоментилами-
нов в соотношении 65 : 20 : 0 : 5. В результате исследования выделено и
охарактеризовано 11 не описанных в литературе вторичных аминов га-ментанового ряда.
Определена абсолютная конфигурация синтезированных соединений.
УДК 547.789.3
Бензоксазолиноны. II. Синтезы 3-винилбензоксозалинонов и 3-винилбензокса-
золинтиона. К. Г и я с о в, Н. А. Алиев, Ч. Ш. Кадыров. Ж. «Химия природных
соединений», № 4, 1980. Илл. 1, библ. 6.
Разработан метод получения 3-винилбензоксазолинонов и 3-винилбензоксазо-
линтиона. Показано, что на основе данной методики можно также с хорошим
выходом (76%) получить 3-метилбензоксазолинтион.
УДК 543.544
Выделение и очистка биополимеров методом аффинной хроматографии. VI.
Получение и свойства аффинного адсорбента с полисахаридной вставкой для
очистки протеолитических ферментов. В. X. Митина, Р. И. Я к у б о в с к а я,
Б., А. К л я щи цки й, Ф. М. Шемякин. Ж. «Химия природных соединений»,
№ 4, 1980. Табл. 2, библ. 13.

590
Синтезирован новый аффинный адсорбент — ингибитор трипсина из бобов
сои (СТИ)-амилопектин-гидразидосукцинилсефароза и. изучены его свойства в
сравнении со свойствами аналогичного адсорбента без вставки — СТИ сефарозы.
Адсорбент СТИ-амилопектин-гидразидосукцинилсефароза использован для очистки
трипсина из поджелудочной железы свиньи и калликреина из плазмы крови
человека.
УДК 547.621 :032.11
ПМР-спектры диоксанлигнинов некоторых растений сем. Мальвовых.
Л. С. Смирнова, Г. Н. Д а л и м о в а, X. А. А б д у а з и м о в. Ж. «Химия
природных соединений» № 4. 1980. Табл. 1, библ. 9.
Анализ ПМР-спектров диоксанлигнинов трех видов алтеев, кенафа и
хлопчатника показал, что число свободных ароматических протонов не коррелируется
с количеством ОСН3-групп, что свидетельствует о разной степени
конденсированное™ исследованных диоксанлигнинов. Во всех препаратах найдено незначительное
количество кумарановых структур. По ПМР-спектрам алифатические ОН-группы
дифференцированы на первичные (\'-ОН) и вторичные (а-ОН) и проведен их
количественный подсчет.