ISSN 0023—1150
АКАДЕМИЯ НАУК СССР
АКАДЕМИЯ НАУН УЗБЕКСКОЙ ССР
,--'-
\Mivii
1
риродных
оединении
¦
•

АКАДЕМИЯ НАУК СССР • АКАДЕМИЯ НАУК УЗБЕКСКОЙ ССР
ХИМИЯ
ПРИРОДНЫХ
СОЕДИНЕНИЙ
Издается с 1965 года
2. 1980
ИЗДАТЕЛЬСТВО «ФАН» УЗБЕКСКОЙ ССР
ТАШКЕНТ

РЕДАКЦИОННАЯ КОЛЛЕГИЯ
С. Ю. ЮНУСОВ, гл. редактор
Г. П. СИДЯКИН, отв. секретарь
Н. К. АБУБАКИРОВ
X. А. АСЛАНОВ
Л. Д. БЕРГЕЛЬСОН
3. Ф. ИСМАИЛОВ
М. Н. КОЛОСОВ
Н. К. КОЧЕТКОВ
Ю. А. ОВЧИННИКОВ '
А. С. САДЫКОВ
П. X. ЮЛДАШЕВ
Редакторы А. А. Соколова, С. И. Муминова
Технический редактор X. У. Караваева
Корректор Я. В. Хазова
Сдано в набор 19.III.80. Подписано к печати 7.V.80. Р04614. Формат 70Х108у16. Бумага
типографская N° 1. Гарнитура литературная. Печать высокая. Усл.-печ. л. 11,9. Уч.-изд. л. 11,5. Тираж 1379.
Заказ 68. Цена 80 к.
Адрес Издательства: 700047. г. Ташкент, ул. Гоголя, 70.
Типография Издательства «Фан» УзССР, Ташкент, проспект, М. Горького, 79.
Адрес: 700170, г. Ташкент, просп. М. Горького, 77, редколлегия ХПС.
Телефон главного редактора 62—59—13
?) Издательство «Фан» УзССР, 1980 г.

ХИМИЯ ПРИРОДНЫХ СОЕДИНЕНИЙ
№ 2 1980
Ж УДК 547.917
ПОЛИСАХАРИДЫ ИЗ СТЕБЛЕЙ ALCEA NUDIFLORA
Н. Е. Зайцева, И. С. Кожина
Ранее одним из нас было показано [1], что в коре и сердцевине
стеблей Alcea lenkoranica 11 j i n локализуются различные
полисахариды, каждый из которых содержит уроновые кислоты. Продолжая
изучение полисахаридов из стеблей некоторых видов шток-розы флоры СССР,
мы выделили из стеблей шток-розы голоцветковой Alcea nudiflora
(L i n d 1.) Boiss., произрастающей на территории Южного
Казахстана, два полисахарида: один — из сердцевины, а другой — из коры
стеблей.
Полисахарид из сердцевины стеблей с выходом 5% (от массы
воздушно-сухого растительного материала) содержал 42% уроновых
кислот. При растворении он дает вязкий раствор: относительная
вязкость 0,6%-ного раствора полисахарида tiOTh=1,72 (в боратном
буферном растворе, рН 9,21). Методом хроматографического анализа на
бумаге (системы 1 и 2) в гидролизате полисахарида установили наличие
глюкозы, рамнозы, галактозы, арабинозы, следов ксилозы и маннозы.
Кроме того, гидролизат содержит глюкуроновую и галактуроновую
кислоты. Однако электрофорез показал, что выделенный полисахарид
не является однородным по химическому составу. По-видимому, он
содержит примесь глюкана, так как в образцах разного выделения, судя
по БХ гидролизатов, количество глюкозы изменяется.
Более подробно мы изучили полисахарид из коры стеблей
штокрозы голоцветковой (выход 1,8%)- Он содержит 30% уроновых кислот,
дает при растворении более вязкий раствор (относительная вязкость
0,6%-ного раствора полисахарида в боратном буфере, рН 9,21,
TioTir=2,27). Полисахарид однороден по данным электрофореза на
бумаге и ультрацентрифугирования.
В гидролизате полисахарида из коры (БХ в системах 1 и 2)
идентифицировали глюкозу, рамнозу, следы арабинозы, а также
глюкуроновую и галактуроновую кислоты.
ГЖХ-анализ (колонка VI) ацетатов полиолов показал, что
соотношение глюкозы, рамнозы и арабинозы составляет 17:22:2.
В ИК-спектре полисахарида обнаружили интенсивные полосы
поглощения при 1600 (СОО~-группа), 1245, 1375 и 1720 (ацетильная:
группа), 3300—3400 (широкая полоса поглощения ОН-групп), а также
при 850 и 890 см-1 (а- и р-гликозидные связи соответственно).
Для определения типов связей в полисахариде мы восстанавливали
его NaBH4 после предварительной деионизации с помощью КУ-2 [H+J
и этерификации окисью этилена. Нейтральный полисахарид
метилировали по Хакомори [2]. Полностью метилированный полисахарид
подвергали метанолизу, часть продуктов реакции разделяли методом ГЖХ
(колонки I и II), а основную часть гидролизовали раствором H2S04..

146
Н. Е. Зайцева, И. С. Кожина
Состав продуктов гидролиза метилированного полисахарида
определяли методом БХ (системы 3, 4 и 5) и ГЖХ (ацетаты частично
метилированных полиолов) на колонках III, IV и V.
Для идентификации ацетатов частично метилированных полиолов
использовали метод масс-спектрометрии [3]. Ниже представлены
данные хроматографической подвижности частично метилированных
моносахаридов:
Частично метилированный
** моносахарид
2, 3, 4-Три-О-метилрамноза
2, 3, 4, 6-Тетра-О-метилглю-
коза
3, 4-Дн-О-метилрамноза
2, 3, 6-Три-О -метилглюкоза-!-
2, 3, 6-три -О-метилгалактоза
2, 6-Ди-О-м етилглюкоза
3
1,01
1,00
0,90
0,80
0,62
в системах
4
1,03
1,00
0,89
0,79
0,65
о
1,00
1,00
0,92
0,85
0,69
Результаты, полученные при ГЖХ-анализе
тично метилированных углеводов (рисунок, а),
5
метилгликозидов час-
а также при анализе
мин >
ГЖ-хроматограмма метилгликозидов частично метилированных углеводов (условия
разделения II) (а) и ацетатов частично метилированных полиолов (условия
разделения IV) (б):
7'-метил 2.3,4-трн-О-метнлрамнозид, 2Г— метил-3,4-ди-0-метилрамнозид. 2' и 3'~метил-2,3,4,6-
тетра-О-метплглюкозид. 4' и J' — метял-2,3,6-три-0-метилглюкЬзид + метил-2,3,6-три-0-меТилгалактозид,
} —предположительно О-ацетил-тетра-О-метил-б-дезоксигекситол, 2~ 1,5-ди-0-ацетил-2,3,4-три-0-метил-
6-дезокснгекситол, 3—не идентифицирован, 4 — 1,2,5-три-0-ацетил-3,4-ди-0-метил-6-дезоксигекситол,
5—1,5-ди-0-ацетид-2.3,4.6-тетра-0-метилгексятол, 6—1,4,5-три-0-ацетил-2,3,6-три-0-метилгекситол, 7—не
идентифицирован, S— 1,3,4,5-тетра-0-ацетил-2,6-ди-0-метилгекснтол.
частично метилированных моносахаридов с помощью БХ,
соответствуют данным, полученным на основании масс-спектрометрического
анализа ацетатов частично метилированных полиолов (ГЖХ, рисунок, б).
Таким образом, в молекуле восстановленного по СООН-группам
полисахарида из коры стеблей шток-розы голоцветковой определены
следующие типы связей:
* Относительно 2,3,4,6-тетра-О-метилглюкозы.

Полисахариды Alcea nudiflora 147
Сахарный
остаток
Рамноза
Глюкоза
По.
ложение
шильных
2.3,4-
3.4-
2,3,4,6.
2,3,6*
2,6-
О-ме- Гликозидная связь Количественное соот-
групп ношение сахарных
остатков, моль
Концевая 1
2 10
Концевая 14
4 7
3,4 5
ЭКСПЕРИМЕНТАЛЬНАЯ ЧАСТЬ
Для хроматографического анализа на бумаге использовали
бумагу FN-2, FN-4, FN-12 (ГДР) и системы растворителей: 1) этилацетат —
пиридин — вода (8:2:1); 2) бутанол-1 — пиридин — вода (6:4:3,
2—3 раза); 3) бутанол-1, насыщенный водой; 4) бутанол-1 —уксусная
кислота — вода (4:1:5, верхний слой); 5) бутанол-1 — этанол — вода
(40:11:19). Проявителями служили анилингидрофталат и диметил-
анилин.
ИК-спектры снимали в вазелиновом масле на приборе UR-10 и в
пленке на приборе Perkin Elmer 577.
Газожидкостную хроматографию (ГЖХ) метилгликозидов
метилированных углеводов проводили на приборе Pye Unicam, сер. 104,
используя стеклянные колонки: I — 15% НПГА, 150X0,4 см, температура
150°, Уаг=30 мл/мин; II — 15% БДС, 100X0,4 см, температура 175°,
Уаг = 40 мл/мин. Ацетаты частично метилированных полиолов
разделяли на колонках (150x0,4 см): III — 3% QF-1 при программировании
1 ю 2^0°
температуры —40 ~ , VAr = 60 мл/мин; IV — 3% OV=225, темпера-
130—220° т/ gn , у .,„, ипгп 125—225°
тура ^—> ^Аг = ^ мл/мин; V—15% НПГЯ, температура —g- ,
VkT — 60 мл/мин.
Полные ацетаты полиолов анализировали на колонке VI —¦ 3%
OV-225, 150X0,4 см, температура 190°, Уаг = 40 мл/мин. В качестве
инертного носителя использовали хроматон (0,16—0,20 мм).
Масс-спектры ацетатов частично метилированных полиолов
снимали в хлороформе на приборах LKB-2091 и LKB-9000s (разделение
смеси на колонке IV).
Выделение и очистку полисахарида, установление его
однородности и определение уроновых кислот проводили так, как описано в
работе [4].
Определение относительной вязкости полисахарида, его этерифи-
кацию, восстановление, метилирование по Хакомори, получение
ацетатов частично метилированных полиолов, а также определение
количественного соотношения нейтральных моносахаридов в молекуле
полисахарида осуществляли в условиях, приведенных в {5].
Растительный материал собирала и определяла Н. А. Трухалева,
масс-спектры ацетатов частично метилированных полиолов снимали
С. А. Забелинский и И. Г. Зенкевич. ИК-спектры полисахарида в
пленке снимал и расшифровывал М. П. Филиппов.
ВЫВОДЫ
1. Из сердцевины стеблей шток-розы голоцветковой,
произрастающей на территории Южного Казахстана, выделен полисахарид (выход
5%), содержащий остатки глюкуроновой и галактуроновой кислот (в
* По-видимому, примесь 2,3,6-три-О-метилгалактозы.

148 В. П. Шевченко и др.
сумме 42%), а также глюкозы, рамнозы, галактозы, арабинозы, следов
ксилозы и маннозы.
2. Из коры стеблей этого растения выделен полисахарид (выход
1,8%), представляющий собой разветвленный полимер, состоящий из
остатков рамнозы, глюкозы, арабинозы (22:17:2), а также глюкуро-
новой и галактуроновой кислот (в сумме 30%).
3. Установлено наличие 2,3,4-три-О-метилрамнозы, 3,4-ди-О-метил-
рамнозы, 2,3,4,6-тетра-О-метилглюкозы, 2,6-ди-О-метилглюкозы и смеси
2,3,6-три-О-метилглюкозы и 2,3,6-три-О-метилгалактозы (1:10:14:5:7)
в продуктах метилирования восстановленного по карбоксильным
группам полисахарида из коры стеблей шток-розы голоцветковой.
ЛИТЕРАТУРА
П] И. С. Кожина, Н. А. Труха лев а. Докл. АН СССР, 177, 458 (1967).
[2] S. Hakomori. J. Biochem. (Tokyo), 55, 205 (1964). [31 Н. В j ornd al,
С. G. Hellerquist, В. Lindberg, S. Svensson. Angew. Chem., Int. Ed. Engl.,
9, 610 (1970). [4] I. S. Kozhina, N. A. Trukhaleva, Y. R о s i k, Y. Kubala.
Biologia (Bratislava) 27, 491 (1972). [5] N. E. Зайцева, И. С. Кожина. Химия
природ хоедин., № 1 (1980).
Ботанический институт Поступило
им. В. Л. Комарова 28. XII 1979 г.
АН СССР
Ленинград
: Г: .' УДК 546.11.3:547.514.483
ПОЛУЧЕНИЕ МЕЧЕННЫХ ТРИТИЕМ ОЛЕИНОВОЙ КИСЛОТЫ
И ПРОСТАГЛАНДИНОВ Е2 и Fle
ИССЛЕДОВАНИЕ ПРОЦЕССА ВКЛЮЧЕНИЯ ТРИТИЯ
В МОЛЕКУЛЫ НЕНАСЫЩЕННЫХ ЖИРНЫХ КИСЛОТ И ПРОСТАГЛАНДИНОВ
В. П. Шевченко, Н. Ф. Мясоедов, В. В. Безуглов, Л. Д. Бергельсон
Ранее мы показали возможность получения меченных тритием
насыщенных и ненасыщенных жирных кислот методом гетерогенного
изотопного обмена с газообразным тритием в присутствии переходных
металлов [1, 2]. Процесс введения трития в молекулы природных
соединений этим методом осуществляется в мягких условиях и не требует
предварительной защиты функциональных групп. Используя
указанный метод, мы получили меченные тритием 8,11,13-эйкозатриеновую и
арахидоновую кислоты, которые сохранили свою биологическую
активность, что было доказано ферментативным превращением этих
меченых кислот в содержащие тритий простагландины Ei и Е2
соответственно [2].
Изотопный обмен между газообразным тритием и водородом
ненасыщенных жирных кислот сопровождается присоединением водорода и
трития по двойной связи. Подбирая катализатор и время реакции, можно
в значительной степени подавить реакцию присоединения. В табл. 1
приведены данные, характеризующие способность трех партий
катализаторов (А, Б и В) осуществлять изотопный обмен, а также
присоединять водород и тритий по двойной связи метилолеата. Для
дальнейших исследований использовали катализатор В, который давал
наибольший выход меченого вещества исходной структуры с высокой
удельной активностью. Изотопным обменом на этом катализаторе полу-

Включение трития в молекулы 149
чены меченные тритием простагландин Е2 (ПГЕ2) и простагландин
Fi.(nrFlB).
Исследуя далее процессы, происходящие при изотопном обмене,
мы установили, что, кроме реакций присоединения, происходят по
крайней мере еще два процесса, снижающие выход желаемого
продукта: цыс-гранс-изомеризация и сдвиг двойной связи по цепи. Для
изучения этих процессов вещества после изотопного обмена с 80%-ным
тритием предварительно очищали препаративной ТСХ, а затем разделяли
Таблица 2
Миграция двойной связи при
изотопном обмене в
метилолеате с 80%-ным
тритием в течение 1 ч
Изотопный обмен
Общий
Без сдвига
Со сдвигом к
карбоксильной
группе
Со сдвигом к
концевой
метальной группе
Выход
метило-
леата, %
Цис-
изомер
30
29
<1
<1
Транс-
изомер
56
29
23
4
на силикагеле, импрегнированном нитратом серебра. Ранее [3] было
показано, что при этом происходит разделение не только цис- и транс-
изомеров, но и позиционных изомеров цис-ненасыщенных кислот. В
отличие от предыдущих работ [2] в данном случае анализировали все три
зоны продуктов реакции (рис. 1). Зона I содержала вещество исходной
структуры, зона II — продукты изомеризации и миграции двойной
связи, а зона III — продукты гидрирования.
После изотопного обмена с метилолеатом в зоне 1 был обнаружен
меченый метилолеат, зоне II — метиловый эфир транооктадеценовой
кислоты, зоне III — метилстеарат (см. рис. 1). Метиловый эфир зоны
II по хроматографической подвижности на силикагеле,
импрегнированном нитратом серебра, оказался идентичным метиловому эфиру элаи-
диновой кислоты. Однако перйодат-перманганатное окисление
вещества из зоны II с последующим газохроматографическим анализом
метиловых зфиров образовавшихся монокарбоновых кислот показало, что
это вещество неоднородно и содержит метиловые эфиры трех кислот:
элаидиновой (9Д-т/?аяс-октадеценовой), 8А-транс-октадеценовой и 10Д-
т/?а«ооктадеценовой (табл. 2), которые не разделяются в условиях
тонкослойной хроматографии.
В случае изотопного обмена ПГЕг с 80%-ным тритием зона I
содержала меченый ПГЕ2, а зона II — меченый транс-ПГЕ2, который
оказался идентичным описанному ранее транс-ПГЕ2 [4]. Простагландин
зоны III по хроматографическому поведению был идентичен образцу
природного ПГЕь Отсюда мы заключили, что простагландин зоны III,
как и природный ПГЕЬ содержит только 13-транс двойную связь. Этот
вывод подтверждается также тем, что nrFla в тех же условиях
практически не образовывал ни продуктов изомеризации, ни продуктов
Таблица 1
?й»г-/нраяс-изомеризация и трнтирование
иетилолеата на катализаторах А, Б и В при
изотопном обмене с 80%-ным тритием
в течение 30 мин
Продукт реакции
Метилолеат
^ис-изомер
тяракс-изомер
Метилстеарат
Удельная активность Ки/ммоль
(пыход, %) ^
А | Б
1.4(26)
1,7(31)
5,8(10)
0.9(45)
1,2(42)
6,0(3 )
в
1 2(40)
1.8(35)
5,0(6 )

150 В. П. Шевченко и др.
присоединения водорода и трития по двойной связи. Время реакции
ПГЕ2 с 80%-ным тритием существенно влияет на выход меченого ПГЕ2.
При увеличении времени изотопного обмена с 1 до 3 ч общий выход трех
Л Б
т ф
ж ЛЗЛ
?' 2' з' 4' 5' В
Рис. 1. Хроматография на аргентированном силикагеле продуктов реакции изотопного
обмена в метилолеате (система А) (А) и в ПГЕ2 и FITFia (система В) (Б):
7 —метнлолеат; 2—реакционная смесь, 5—смесь метилолеата и продуктов реакции, 4 —смесь
метилэлаидината и продуктов реакции; -> — метнлэлаидинат; /'—ПГЕ2и ПГЕ,; 2' — реакционная смесь
после изотопного обмена (1 ч) в ПГЕ2; 3'—реакционная смесь после изотопного обмена (3 ч) в ПГЕа;
4' — смесь ПГЕ* и продуктов изотопного обмена (1 ч) в ПГЕ„; ,5'—реакционная смесь после изотопного
обмена (3 ч) в "nrF1(I; 5'-nrFle.
меченых простагландинов сократился в три раза, а выход меченого
ПГЕ2— почти в 9 раз. Напротив, nrF,a оказался устойчивым в
условиях изотопного обмена, образуя за 3 ч меченый ПГР1я с выходом
73% (табл. 3).
Таблица 3
Изотопный обмен с 80%-ным тритием в метилолеате,
ПГЕ., nrFla на катализаторе В
Исходное соединение
Метилолеат
ПГЕ2
ПГЕ.,
nrFla
Время
реакции, ч
1
1
3
3
Продукт реакции
Метилстеарат
Z/ис-изомер
Транс-изомер
Цис-ПГЕ2
Транс-ПГЕг,
ПГЕ!
Цис-ПГЕ2
Транс-ПГЕ'1
ПГЕ!
ПГР1а
Выход,
%
14
30
56
26
43
4
3
14
7
73
Удельная
активность,
Ки/ммоль
26,3
3.96
5.94
1,74
2,09
25,4
2,96
3,16
25,4
1,85
Для более полной характеристики процессов, сопутствующих
изотопному обмену, проведено сравнительное исследование скорости цис-
гранс-изомеризации метилолеат ^± метнлэлаидинат, включения метки в
цис- и транс-изомеры, а также гидрирования 0,1%-ным тритием.
Соотношение изомеров в продуктах реакции определяли на основании
радиоактивности образующихся цис- и транс-изомеров, учитывая соотношение
ш
ж
I
• ••
12 3-4
•__
5

Включение трития в молекулы
151
удельных активностей цис- и т/шнс-изомеров, определенное в
отдельном эксперименте для разных интервалов времени. Содержание метил-
стеарата в аликвоте определяли методом ГЖХ. Из приведенных данных
Рис. 2. Процессы, происходящие при изотопном обмене между 0,1%-ным тритием и
метилолеатом (а) и между 0,1%-ным тритием и метилэлаидинатом (б):
1—изменение содержания цмс-Cjg.i; 2 — изменение содержания транс-Сщ.у, 3 — включение
тритиевой мгтки в транс-С^.у, 4 — включение тритиевой метки в цис-Cjg.i; а —изменение
содержания Cjg.Q; 1'— изменение содержания транс-Сщ.^; 2' —включение тритиевой метки в цис-Сщ.-^, 3'—
включение тритиевой метки в транс-С^.у, 4'—изменение содержания Cj^.g; а'—изменение
содержания ццс-Cig.i,
(рис. 2) видно, что чыс-двойная связь изомеризуется легче, чем транс-
двойная. В случае метилэлаидината образовавшийся в течение первых
10—15 мин ^ыс-изомер не накапливается в реакционной смеси, а пре-

152 В. П. Шевченко и др.
терпевает дальнейшие превращения, и к концу первого часа реакции
содержание ijuc-изомера становится настолько малым, что им можно
пренебречь.
Процессы г|ыс-т/эанс-изомеризации и миграции двойной связи на
металлических катализаторах могут быть описаны двумя механизмами—
ассоциативным и диссоциативным, подтвержденными большим числом
экспериментальных данных [5, 6]. По ассоциативному механизму при
адсорбции олефина на поверхности катализатора происходит разрыв
кратной связи с образованием связей углерод — металл и одинарной
С—С-связи, вокруг которой возможно свободное вращение.
Диссоциативный механизм предполагает отрыв водорода от
молекулы олефина с образованием связи углерод — металл. Если водород
отщепляется из а-положения к двойной связи, то образуется радикал
я-аллильного типа, и в этом случае свободное вращение алкильного
участка молекулы невозможно [5]. Таким образом, по ассоциативному
механизму происходит в основном цис-транс-изомеризацяя, тогда как
диссоциативный механизм описывает главным образом миграцию
двойной связи, а также включение метки в насыщенные участки молекулы.
Рассмотрим ^uc-трамс-изомеризацию двойной связи в метилолеате
с точки зрения ассоциативного механизма. После адсорбции метилолеа-
та на поверхности катализатора и образования двух связей углерод-
металл с одновременным раскрытием двойной связи (I) происходит
атака одного из двух связанных с катализатором атомов углерода
водородом или тритием. При этом возможно образование двух полугидри-
b) R,= C8HJ7,R=C7HJ4C00CH3
R
Ms
a)R2=G6H12C00CH3,R3=C7H15
w a,b
рованных форм, которые принимают заторможенные конформации с
поворотом радикала R вокруг связи Qgj—Qio) (конформации II и III).
Далее происходит отщепление водорода или трития от
полугидрированной формы с одновременным разрывом связи углерод — металл. При
этом вновь образуется двойная связь, которая может иметь либо цис-,
либо транс-конфигурацию. В случае метилолеата соотношение цис-
т/эанс-изомеров А9-положения составляет 1 : 1, однако при анализе рас-
Н Н
Me Me
I a, 5

Включение трития в молекулы
153
пределения метки в цис- и гранс-изомерах оказалось, что двойная связь
транс-изомера содержит больше трития, чем двойная связь ^ис-изоме-
ра (табл. 4). Это свидетельствует о неодинаковой вероятности конфор-
маций II и III с преобладанием II (продукты миграции при адсорбции
по я-аллильному типу не содержат тритий в двойной связи).
Наличие продуктов миграции только с гракс-конфигурацией
двойной связи (см. табл. 4) указывает на то, что этот процесс протекает
не по ассоциативному механизму, а по диссоциативному. По
диссоциативному механизму после отрыва протона из а-положения к двойной
Таблица 4
Распределение трития во фрагментах после периодат-
перманганатного окисления метиловых эфиров к свободных
октадеценовых кислот
Соединение
Метилолеат
Олеиновая кислота
Транс-изоме'ры из метилолеата
Гряис-изомеры из олеиновой
кислоты
Содержание трития во фрагментах, %
Двойная
связь
45
54
49
64
Карбоксильный участок
23
13
Алкильный
участок
55
23
51
23
связи в метилолеате образуется промежуточный радикал я-аллильного
типа (IV), который после перегруппировки и присоединения водорода
или трития должен дать метиловый эфир только т/?а«с-октадеценовой
кислоты, причем метка включается только в а-положение к двойной
связи. Из-за несимметричности молекулы метилового эфира жирной
кислоты миграция двойной связи происходит в обе стороны
неравномерно (см. табл. 2). В случае метилолеата сдвиг происходит
преимущественно к карбоксильному концу молекулы, который, видимо, плотнее
прилегает к поверхности катализатора за счет дополнительной
адсорбции карбоксильной группы.
Из данных табл. 2 видно, что, как и следовало ожидать, при
реакции двойной связи на катализаторе одновременно реализуются оба
механизма. Преобладание ассоциативного или диссоциативного
механизма зависит, видимо, от строения реагирующей молекулы.
Для оценки распределения трития в молекулах меченых соединений
проведено перйодат-перманганатное окисление арахидоновой и
октадеценовых кислот и их метиловых эфиров, а также ПГЕ2, полученного
биосинтезом из меченой арахидоновой кислоты и изотопным обменом, и
nrFla. Содержание трития при двойной связи вычисляли по
уменьшению радиоактивности смеси продуктов реакции после окисления по
сравнению с радиоактивностью исходного вещества. Радиоактивность
фрагментов, образовавшихся в результате окисления меченого
соединения, определяли после их разделения с помощью тонкослойной
хроматографии (см. табл. 4, 5). Ранее [2] отмечалось, что при омылении метил-
арахидоната удельная активность падает. Анализ распределения трития
в метиларахидонате и арахидоновой кислоте показывает, что при
омылении тритий, находящийся у двойной связи, практически не теряется,
зато тритий у углеродных атомов, занимающих a-положение по
отношению к двойной связи и карбоксильной группе, активно обмени-,
вается в этих условиях с протонами среды. Аналогичные результаты
-..аЙЙВЯЙЬ.

154 В. П. Шевченко и др.
получены для октадеценовых кислот и их метиловых эфиров (см.
табл. 4, 5).
Проведено сравнение распределения метки в [3Н] — арахидоновой
кислоте, [3Н] — ПГЕ2, полученном биосинтезом из этой кислоты, и
РН] — ПГЕ2, полученном в результате изотопного обмена. Известно,
Таблица 5
Распределение трития во фрагментах после периодат-перманганатного
окисления метиларахидоната арахидоновой кислоты и ПГЕ,, и ПГР1а
Метила рахидонат
Арахидоновая
кислота
ПГЕ2 из биосинтеза
ПГЕ, 1 ч*
ПГЕ2 3 ч*
7/эднс-изомер из
ПГЕ2, 1 ч*
7/?днс-изомер из
ПГЕ2, 3 ч*
nrFb
Содержание тр
Двойная
связь
0,35(14)
0,36(27)
0,05(7)
0,52(30)
1,07(36)
1,04(54)
1,40(50)
0,26(14)
ггня в долях уд
Карбоксильный участок
0.16(12)
0,20(26)
0,38(22)
0,50(17)
0.22(12)
0,31(11)
—
ельной активности, Кн/ммоль{?й
Алкильнын
участок
1,18(47)
0,38(28)
0,39(51)
0,52(30)
1,07(36)
0,43(23)
0,81(29)
0,98(53)
Фрагмент
с циклопен-
тановым
кольцом
—.
—
0.12(16)
0,31(18)
0 33(11)
0.20(11)
0,28(10)
0,61 (33)
во фрагментах
Малоновая
кислота
0,98(39)
0,44(33)
—
—
—
—
—
—
* Время изотопного обмена.
что при биосинтезе простагландинов происходит перестройка участка
от С(8) до C(i5) молекулы арахидоновой кислоты [7] (см. схему, волнистой
линией на схеме показаны места разрыва связей при окислении перман-
/^V=WvC00H
АрахидоноЫя кислота
он он
ПГЕ.,
ганат-перйодатной смесью). Ранее отмечалось, что [3Н] — ПГЕ2,
полученный биосинтезом, имеет меньшую удельную активность, чем
исходная РН] — арахидоновая кислота (0,77 и 1,34 1<и/ммоль
соответственно) [2]. Анализ распределения метки в этих веществах (табл. 5)
показывает, что уменьшение удельной активности связано с потерей трития
от тех атомов углерода, которые участвуют в реакции образования
простагландиновой структуры, тогда как метка в других участках
молекулы арахидоновой кислоты практически сохраняется. Так, например,
вклад в общую удельную активность алкильного и карбоксильного
участка молекул арахидоновой кислоты и ПГЕ2 почти одинаков (см.
табл. 5 и схему). ПГЕ2, меченный изотопным обменом, и [3Н] — ПГЕ2
полученный биосинтезом из [3Н] — арахидоновой кислоты, сильно
отличаются друг от друга как по удельной активности (у первого она
почти в 4 раза выше), так и по распределению трития (см. табл. 5).
Так как с увеличением времени изотопного обмена увеличивается
включение трития главным образом в двойную связь и алкильный участок

Включение трития в молекулы 155
молекулы ПГ (см. табл. 5),. можно получить ПГЕ2, еще больше
отличающийся от биосинтетического ПГЕ2 по распределению метки, что
может быть использовано при изучении механизма физиологического
действия простагландинов и их метаболизма.
ЭКСПЕРИМЕНТАЛЬНАЯ ЧАСТЬ
'ля исследования использовали метиловые эфиры имеющихся в
и^.мже олеиновой и элаидиновой кислот не менее 98%-ной чистоты
(по данным ГЖХ (изотерма 170°). ПГЕ1с[ и ПГЕ х любезно
предоставлены д-ром Дж. Пайком (Upjohn, США). ПГЕ2 получен биосинтезом из
арахпдоновой кислоты. Растворители очищали по стандартным
методикам.
ГЖХ осуществляли на хроматографе Varian 2100, снабженном
колонкой 2X2000 мм с 3% SE-30/Chromosorb W-HP (80—100 меш), при
расходе гелия 30 мл/мин. УФ-спектры измеряли на спектрометре
«Specord UV-VIS». Радиоактивность измеряли на сцинтилляционном
счетчике с эффективностью регистрации трития 12% в диоксановом
сцинтилляторе [8], содержащем 2% уксусной кислоты.
Препаративную ТСХ проводили на пластинках 13X18 см с
закрепленным слоем силикагеля Kjeselgel V с 10% гипса или на тех же
пластинках, импрегнированных 12%-ным раствором нитрата серебра.
Аналитическую ТСХ проводили на пластинках «Silufol» или на тех же
пластинках, импрегнированных непосредственно перед
использованием однократным пропусканием в 12%-ном растворе нитрата серебра в
95%-ном водном метаноле с последующим высушиванием теплым
воздухом в течение 5 мин.
Для ТСХ использовали системы: 1) гексан — эфир, 9:1, 2)
толуол — диоксан — уксусная кислота, 20 :20 : 1, 3) бензол — этилацетат—•
диоксан — уксусная кислота, 10: 10: 10: 1, 4) хлороформ — метанол—
4 и. аммиак, 65:25:4. Обнаружение проводили 10%-ным раствором
фосфорномолибденовой кислоты в метаноле, затем обработкой мета-
нольным раствором серной кислоты (разбавление 1:100) с
последующим нагреванием. Упаривали растворы в вакууме на роторном
испарителе при температуре бани не выше 30°. Палладиевые катализаторы А,
Б и В получали по стандартной методике [9].
Реакцию изотопного обмена проводили в ампуле на установках,
дающих 0,1- и 80%-ный тритий [1], при молярном соотношении
палладий — вещество 1 : 1 в диоксане (ампулы заполняли тритий-водородной
смесью до давления 250 мм рт. ст.). Метиловые эфиры октадеценовых
кислот экстрагировали с катализатора метанолом, метанол удаляли,
остаток упаривали несколько раз с метанолом для удаления
подвижного трития.
nrFla и ПГЕ2 экстрагировали с катализатора смесью хлороформ—
метанол — вода, 5:5:1, растворитель удаляли и остаток упаривали
несколько раз с этой же смесью для удаления подвижного трития.
nrFja и ПГЕ2 очищали от продуктов деструкции на препаративных
пластинках в системе 2. Продукты изотопного обмена разделяли
препаративной ТСХ на пластинках с аргентированным силикагелем (по
методу [2]) в системе 1 для метилолеата и метилэлаидината и системе 3
для nrFIa и ПГЕ2 (рис. 1, 2). Гомогенность полученных продуктов
контролировали ТСХ на аргентированных пластинках «Silufol». Время
реакций, выход и удельные активности приведены в табл. 1 и 3.
Меченные тритием метиловые эфиры октадеценовых кислот омыляли смесью

156
В. П. Шевченко и др.
6%-ная водная гидроокись калия — метанол — диоксан, 1:1:1, как
описано ранее [2].
Таким образом получены: [3Н] — олеиновая кислота с выходом
95% (выход по радиоактивности 84%), удельная активность
3,32 Ки/ммоль; :[3Н]гранс-изомеры из олеиновой кислоты с выходом
95% (75%), удельная активность 4,46 Ки/ммоль.
Перйодат-перманганатное окисление. Для изучения распределения
трития в меченых соединениях к раствору 100 мкг вещества в 160 мкл
трет.-бутанола прибавляли 240 мкл воды, 240 мкл окисляющей смеси
(содержащей 97 мг перйодата натрия и 7,9 мг перманганата калия на
5 мл воды) и 40 мкл 0,02 М раствора карбоната калия. Смесь
энергично встряхивали 2 ч при комнатной температуре, затем добавляли
избыток этиленгликоля и встряхивали реакционную смесь до
исчезновения окраски и разбавляли метанолом до 1 мл. Из реакционной смеси
отбирали аликвоты (1—4 мкл) и помещали в пять флаконов. В первый
флакон прибавляли сцинтиллятор и измеряли исходную
радиоактивность. В остальные флаконы прибавляли по 1 мл метанола и упаривали
досуха. Затем во все флаконы, кроме второго, прибавляли 1 мл
метанола и упаривали. Во второй флакон прибавляли 1 мл бензола, упаривали
и прибавляли сцинтиллятор. Далее цикл повторяли снова с
оставшимися флаконами до тех пор, пока все флаконы не оказались
обработанными. После измерения радиоактивности установлено, что для полного
удаления тритиевой воды необходимо аликвоту упарить 2 раза с
метанолом и затем 1 раз с бензолом. Сравнение радиоактивности до и после
удаления тритиевой воды дает количество метки, присутствующей при
двойных связях (в случае простагландинов сюда относится также
тритий, содержащийся у 15-го углеродного атома).
К остальной реакционной смеси после упаривания в токе аргона
прибавляли 1 мл смеси насыщенного раствора хлористого натрия и
воды (1:1) и продукты реакции экстрагировали этилацетатом
(3X1 мл). Экстракт промывали насыщенным раствором хлористого
натрия и упаривали в токе аргона. Остаток растворяли в 500 мкл этил-
ацетата и аликвоты (1—4 мкл) разделяли ТСХ на пластинках
«Silufol» (ЧССР) в системе 4. В зонах, соответствующих монокарбоно-
вым кислотам (алкильный участок) (Rf 0,6—0,9), дикарбоновым
кислотам (карбоксильный участок) (Rf 0,2—0,3), малоновой кислоте (для
арахидоновой кислоты и метиларахидоната) (/?/<0,15) и фрагменту,
содержащему циклопентановое кольцо (для ПГЁ2 Rf<.Q,\> для nTFla
Rf 0,4—0,55), радиоактивность определяли после экстракции вещества
с силикагеля 5 мл сцинтиллятор а в течение 2 ч.
Для изучения миграции двойной связи в метиловых эфирах окта-
деценовых кислот к реакционной смеси после периодат-перманганатного
окисления 1—2 мг вещества и обработки, как указано выше,
прибавляли 1 мл смеси насыщенного раствора хлористого натрия и ОД н.
соляной кислоты (1:1) и экстрагировали этилацетатом (3X1 мл). Экстракт
сушили сульфатом натрия, фильтровали и упаривали при —30° в токе
аргона. Остаток метилировали небольшим избытком диазометана,
растворитель удаляли при —50°. Получившиеся метиловые эфиры в виде
раствора в хлороформе анализировали ГЖХ в изотерме (70°) или при
программировании температуры от 50 до 200°.
ВБ1ВОДЫ
' С помощью гетерогенного каталитического изотопного обмена с
газообразным тритием в растворе получены [3Н] — простагландин Е2

Об экстракции госсипола
157
и [3Н] — простагландин Fla. Экспериментами с метилолеатом, метил-
элаидинатом и простагландином Ег показано, что наряду с изотопным
обменом на катализаторе Линдлара происходит присоединение
водорода и трития по двойной связи, а также изомеризация и миграция
двойной связи. Изучено распределение трития в меченых ненасыщенных
жирных кислотах и простагландинах. Установлено, что полученный
биосинтезом из меченой арахидоновой кислоты [3Н] — простагландин
Ej отличается по распределению метки от [3Н] — простагландина Е2,
полученного методом изотопного обмена.
ЛИТЕРАТУРА
[1] В. П. Шевченко, Н. Ф. Мясоедов, Л. Д. Бергельсон. Биоорган.
имия, 5, 730 (1979). [2] В. П. Шевченко, Н. Ф. Мясоедов, В. В. Безуглов,
Л. Д. Бергельсон. Биоорган, химия, 5, 907 (1979). [3] L. D. В е г g е 1 s о п,
Е. V. Dyatlovitskaya, V. V. Voronkova. J. Chromatogr., 15, 191, (1964).
[4] W. P. Schneider, G. L. Bundy, F. H. Lincoln, E. G. Daniels, J. E. P i-
ke. J. Amer. Chem. Soc, 99, 1222 (1977). [5] Д. В. Сокольский, А. М.
Сокольская. Металлы—катализаторы гидрогенизации. Алма-Ата, 212 (1970). [6] М. Р о-
lanyi. J. Electrochem.. 35, 561 (1929). [7] P. W 1 о d a w e г, В. S a m u e 1 s s о п.
J. Biol. Chem., 248, 5673 (1973). [8] F. E. К i n а г d. Rev. Scint, 28, 293 (1957). [9]
H. L i n d 1 a r. Helv. Chim. Acta, 35, 450 (1952).
Институт молекулярной генетики Поступило
АН СССР 14. IX 1979 г.
Москва
Институт биоорганической химии
им. М. М. Шемякина
АН СССР
Москва
УДК 665.3/35:665.1.03
ОБ ЭКСТРАКЦИИ ГОССИПОЛА
Т. В. Черненко, А. И. Глушенкова, А. У. Умаров
При комплексной переработке семян хлопчатника для
производства высококачественных масла и шрота, из которого можно было бы
получить пищевой белок, необходимо удалять госсипол.
Госсипол хорошо растворяется в масле, но практически
нерастворим в алифатических углеводородах, применяемых в промышленном
извлечении масел [1—3]. При экстракции сырого хлопкового лепестка
бензином в обычных условиях в мисцеллу переходит около 10—12%
свободного госсипола [4]. Попытки увеличить перевод госсипола в
бензиновые мисцеллы предпринимали ряд исследователей [5—12]. Ими
было показано, что при экстракции хлопковых семян гексаном или
бензином количество госсипола, перешедшего в мисцеллу, зависит от ряда
факторов: скорости перемешивания, толщины и влажности лепестка,
гидромодуля и т. д. По данным Ржехина [7], при ступенчатой обработке
хлопкового лепестка, увлажненного до 12—15%, сначала 20—30%-ной
мисцеллой, а затем бензином, можно извлечь до 60—70% госсипола.
Авторы работы [8] высказали мысль о том, что «...тщательная
подготовка ядра к экстракции... должна обеспечить переход в мисцеллу
максимального количества госсипола, содержащегося в ядре семян...».
Однако это не было подтверждено экспериментальными данными. Бо-
.~ее того, рекомендуемое авторами подсушивание сильно увлажненного

158 Т. В. Черненко и др.
лепестка горячим 1&здром ярвдцт к евдшвдвдш 'сшбоддого госси-
пола с белками и, следовательно, к ухудшению качества шрота.
В процессе экстракции госсипола из изолированных госсиполовых
железок было установлено, что при 20° гексан практически не извлекает
госсипол из неразрушенных железок, но при 60° его экстрагируемость
повышается до 12% [13].
Мы исследовали экстракцию госсипола гексаном и мисцеллами
разной концентрации из хлопкового ядра, а из изолированных железок
госсипол извлекали еще и ацетоном с целью выяснения влияния
некоторых факторов на полноту извлечения госсипола.
В первой серии опытов рассматривалось влияние перемешивания,
температуры процесса и наличия воды в растворителе на степень
извлечения госсипола:
'оме
чыт
1
2
3
4
р Условия экстракции
а
Настаивание .при 20°
40°
Перемешивание при
4000 об/мин и 20°
Перемешивание с
увлажненным растворителем
при 20°
Концентрация
полученной мис-
целлы,
%
10,00
11,10
10,74
6,57
маслич-
ность,
% ¦
11,00
8,50
12,22
16,40
Шрот
влажность,
%
8.00
8,40
7,45
12,03
свободный
госсипол*,
%
1,88
1,73
1,79
1,60
Полученные результаты свидетельствуют о том, что указанные
факторы способствуют более полному извлечению госсипола, однако в
шроте еще остается довольно высокое его количество.
Ранее уже изучалось влияние влажности лепестка на экстракцию
госсипола. Было найдено, что максимальное количество госсипола
извлекается из хлопкового лепестка с влажностью 12—15% [7—14].
Однако имеются данные об одинаковом количестве извлеченного госсипола
при различной влажности ядра: 6,5; 8,7; 11,0% [15].
Мы провели опыты с лепестком, в который с помощью
пульверизатора вносили различное количество воды и после двухчасового
выдерживания трехкратно экстрагировали гексаном, после чего шрот сушили
под тягой:
Номер
опыта
5
6
7
8
Влажность, %
лепесток шрот
7,60 7,80
15,30 8,00
17,50 8,30
21,90 9,00
Концентрация
мисцеллы
после первой
экстракции, %
15.80
13,20
12,60
11,00
маслич-
ность, %
5,10
5.60
7,00
8,40
Шрот
свободный госсипол, %
2,28
2,20
2,13
1.85
Как свидетельствуют полученные результаты, снижение свободного
госсипола в шроте на 0,43% (опыт 8) происходит только при сильном
увлажнении лепестка. Однако при этом заметно снижается количество
извлеченного масла, что объясняется затруднением процесса диффузии
масла из клеток во внешнюю среду [16, 17]. Незначительное снижение
госсипольности шрота, по-видимому, происходит из-за того, что одного
только увлажнения без изменения других параметров недостаточно.
* Содержание свободного госсипола в шроте дано на абсолютно сухое и
обезжиренное вещество. ;

Об экстракции госсипола
159
Для улучшения экстрагируемое™ госсипола мы попытались
использовать мисцеллы различной концентрации:
Номер
опыта
9
10
11
12
13
14
15
16
Концентрация
мисцеллы, %
до
стракции
0
5
10
15
20
25
25
84
после
экстракции
14,7
17,0
20,0
23,8
29,8
31,5
—
—
влажность, %
8,10
6,50
6,70
6,60
6.00
5.90
8,50
7,50
маслич
ность, 9с
18.90
22,20
26,60
26,80
29.40
34,10
6,70
12,50
Шрот
свободный госсипол.
,38
,31
,30
,25
,16
,13
,58
,46
Концентрация мисцеллы от 5 до 25% незначительно влияет на
извлечение госсипола (опыты 10—14), и только последующая экстракция
гексаном после настаивания лепестка мисцеллой позволяет извлечь
в 1,5 раза больше госсипола по сравнению с экстракцией одной
мисцеллой (опыты 15, 16).
При изучении влияния длительности экстракции на полноту
извлечения госсипола (опыты 17—20) было найдено, что основная масса
госсипола извлекается за первые полчаса (госсипольность шрота
1,77%), при более длительном же настаивании лепестка гексаном в
течение 60, 90 и 120 мин содержание госсипола в шроте составило 1,72;
1,71 и 1,70% соответственно.
Мы исследовали экстракцию госсипола из изолированных госсипо-
ловых железок различными растворителями. После двухчасового
настаивания определяли количество свободного госсипола, перешедшего
в раствор:
си пол, %
21
0,0
22
0,04
Номер опыта
23 24
25.80 24,0
25
25,80
26
0,40
Эти цифры свидетельствуют о том, что из сухих железок госсипол
совсем не экстрагируется гексаном и очень мало — 30%-ной мисцеллой.
Из увлажненных же железок в гексан переходит незначительное
количество госсипола, по-видимому, в результате разрушения стенок
железок водой. Однако экстракт, полученный при настаивании сухих
железок водным ацетоном и влажных железок сухим ацетоном,
содержал одинаковое количество свободного госсипола; при обработке не-
увлажненных железок сухим ацетоном также извлекается большое
количество госсипола.
ЭКСПЕРИМЕНТАЛЬНАЯ ЧАСТЬ
Исходное хлопковое ядро содержало 7,85% влаги, 35,74% масла и
2,40% свободного госсипола. Для опытов 1—4 использовали по 50 г
измельченного ядра, из которого масло экстрагировали 150 г гексана в
течение 15 мин. В опытах 5—8 брали по 40 г лепестка, который
экстрагировали последовательно 100, 100 и 80 мл гексана, через каждые 30 мин
настаивания фильтрат отделяли на воронке Бюхнера.
В опытах 9—14 лепесток настаивали 120 мл мисцеллы в течение
30 мин. В опытах .15 и 16 условия те же, что и в 9—14, но после настаи-
2—68

160
Н. П. Мищенко и др.
вания с мисцеллой лепесток экстрагировали чистым гексаном два раза
по 100 мл в течение 30 мин. В опытах 17—20 60 г хлопкового лепестка
экстрагировали 200 мл гексана и через определенное время
отфильтровывали на воронке Бюхнера. Сухие железки по 0,0353 г заливали 50 мл
гексана, 30%-ной мисцеллой, 70%-ным водным ацетоном и сухим
ацетоном (опыты 21—24 соответственно). В опытах 25 и 26 использовали
увлажненные железки, которые заливали сухим ацетоном и гексаном
соответственно. Содержание свободного госсипола определяли пара-
анизидиновым методом [4]. Количество его в исходных железках
составило 28,9%.
ВЫВОДЫ
Изучены условия экстракции госсипола из хлопкового лепестка
гексаном и мисцеллами. Установлено, что на извлечение госсипола в
основном влияют степень перемешивания, влажность материала и
температура. При настаивании лепестка сначала концентрированной
мисцеллой, а затем экстракцией чистым гексаном удается извлечь до
60—65% госсипола. Показано, что основная масса госсипола
экстрагируется в первые полчаса.
2. Гексан и мисцеллы при настаивании практически не извлекают
госсипол как из сухих, так и из изолированных увлажненных железок-
И только ацетон экстрагирует его почти полностью.
ЛИТЕРАТУРА
[1] К. S. Murti. Gottonseed chemistry and technology. India. 6 (1974). [2]
M. 3. Подольская. Масло-жир. пром-сть, № 9, 8 (1958). [3] W. H. King,
I. С. К иск, V. L. Frampton. J. Amer. Oil Chem. Soc, 38, 19, (1961). [4]
А. Л. М а р к м а н, В. П. Р ж е х и н. Госсипол и его производные. М., 162 (1965).
[5] С. Н. Boatner et a 1. J. Amer. Oil Chem. Soc, 24, 276 (1947). [6] A. I. Bend-
ler et al. J. Amer. Oil Chem. Soc, 28, 164 (1958). [7] В. П. Ржехин, А. Б. Бело-
в а. Новые способы выведения госсипола из хлопковых семян, масла и шрота.
ЦИНТИПИЩЕПРОМ, 39 (1961). [8] Р. Т. Григорчук, Е. Б. Скоморохов а,
А. Н. М и р он о в а, У. И. Тросько. Масло-жир. пром-сть, № 11, 12 (1979).
[9] А. Г. Нещадим, Г. Овчинникова, О. А. Степанова. Масло-жир.
пром-сть, № 12, 6 (1969). [10] В. П. Ржехин, А. Б. Петушина. Тр. ВНИИЖ,
20, 41 (1960). [И] В. П. Ржехин, Я. А. Конева, С. Т. Борщев, Г. В. Р о-
зеншталь. Тр. ВНИИЖ, 24, 5 (1963). [121 А. Л. М а р к м а н, Р. И. Шамсут-
динов, 3. С. Сабиров. Масло-жир. пром-сть, № 11, 13 (1963). [13] В. П.
Ржехин, В. Н. Федорова. Тр. ВНИИЖ, 25, 85 (1965). [14] А. И. Г а н. Масло-жир.
пром-сть, № 2, 7 (1961). [15] D. Е. С г о s s, D. G. Н о р k i n s, E. L. D a q u i n.
J. Amer. Oil Chem. Soc, 47, 3 (1970). [16] L. K. Arnold. J. Amer. Oil Chem. Soc,
30, 216 (1935). [17] А. Голдовский, М. Любарская. Масло-жир. дело,
385 (1935).
Ордена Трудового Красного Знамени Поступило
Институт химии растительных веществ 17. XII 1979 г.
АН УзССР
Ташкент
УДК 547.673+547.976+582.29
АНТРАХИНОНЫ ЛИШАЙНИКА ASAHINEA CHRYSANTHA
И. П. Мищенко, Л. С. Степаненко, О. Е. Кривощекова, О. Б. Максимов
На территории Советского Союза род Asahinea представлен двумя
массовыми видами: A. chrysantha (Tuck.) С u 1 b. & С u lb. и A. scho-
landeri (L 1 о n о) С u 1 b. & С u 1 b., занимающими огромные простран-

Антрахиноны лишайника
161
ства северо-восточной части страны. Оба вида характерны для горных
тундр [1]. Высокогорные лишайники вызывают особый интерес
способностью защищать клетки своего организма от ультрафиолетового
облучения. Полагают, что окрашенные лишайниковые вещества действуют
как светофильтры, предохраняющие фикобионт от влияния радиации [2].
Известно, что лишайники рода Asahinea содержат усниновую, алек-
тороновую и а-коллатоловую кислоты и розовые пигменты, природа
которых до сих пор не установлена [3]. В настоящей работе
рассматривается выделение пигментов лишайника Asahinea chrysantha и
установление их структуры.
Из гексанового экстракта таллома лишайника с помощью
хроматографии на силикагеле и сефадексе LH-20 были выделены шесть
пигментов. Изменение окраски под действием спиртовых растворов КОН и
ацетата магния свидетельствовало о том, что пигменты являются гид-
роксилированными антрахинонами.
Наблюдавшиеся в абсорбционных спектрах пигментов батохром-
ные сдвиги в сравнении со спектром антрахинона указывали на наличие
в их структуре а-гидроксильных групп, образующих хелатные связи с
хиноидными карбонилами.
Масс-спектры всех пигментов содержали пики молекулярных
ионов 100%-ной интенсивности и пики фрагментов [М—СО]+ и
[М—СО—НСО]+, что является характерным для антрахинонов.
Структура выделенных пигментов представлена обобщенной формулой А_
(см. формулу).
Структура и окраска пигментов следующие:
Номер
пигмента
I
11
III
IV
V
VI
Структура А
Ri Ri
Н Н
Н ОН
ОН ОН
Н Н
ОН Н
ОН ОН
/?з
н
н
н
он
он
он
* Наименование
пигмента
Хризофанол
Исландицин
Цинодортин
Эмодин
Тетраоксиметилан
трахинон
Пентаоксиметил-
Окраска пятен на хроматограмме-
пигмента
Желтая
Оранжевая
Малиновая
Желтая
- Оранжевая
Малиновая
+КОН +Mg (ОАс)., \
Розовая
Фиолетовая
Голубая
Розоваят
Фиолетовая
Синяя
Розовая
Малиновая
Голубая
Розовая
Малиновая
Фиолетовая
Идентичность пигмента I хризофанолу подтверждена прямым
сравнением выделенного вещества с заведомым препаратом (ТСХ,.
температура плавления, спектры).
Масса молекулярного иона пигмента II М+ 270 на 16 единиц
больше, чем у хризофанола, следовательно, в его молекуле должно быть три
гидроксила. Тот факт, что пигмент II не взаимодействует с карбонатом
натрия и не дает метилового эфира с эфирным раствором диазометана,
указывает на отсутствие р-гидроксилов. Расположение в ИК-спектре
полосы поглощения карбонила при 1602 см-1 [5] и сигналы при б 11,52;
11,48 и 10,25 м. д. в ПМР-спектре подтверждают наличие в молекуле-
трех хелатированных гидроксилов.

162 Н. П. Мищенко и др.
Химические сдвиги трех ароматических протонов б 7,85; 7,65 и
7,24 м. д., имеющих орто- и жета-константы спин-спинового
взаимодействия, и синглет ароматического протона при б 7,10 м. д. указывают на
то, что метильная группа расположена в наиболее гидроксилирован-
ном ядре.
Всем приведенным выше спектральным данным могут
удовлетворять две структуры: исландицина и дигитопурпона (Б). Температуры
плавления выделенного пигмента и его триацетата совпадают с
литературными данными для исландицина [6а], в то время как дигитопурпон
имеет более низкую точку плавления 209—211° [6г]. Кроме того,
последний был до сих пор встречен только у высших растений, а исландицин
распространен у разных грибов и плесеней и впервые был выделен из
культуры грибка Penicillium islandicum [7]. Таким образом,
выделенный пигмент II является исландицином.
В молекуле пигмента III, по данным масс-спектрометрии (М+ 286),
должно быть четыре гидроксила и метильная группа. Выделенное
вещество не дает реакции на |3-гидроксилы и, следовательно, все четыре
гидроксила находятся в а-положениях по отношению к хинондным кар-
бонилам. Это подтверждается наличием единственной полосы
поглощения карбонилов в ИК-спектре при 1576 см-1, характерной для тетра-
пери-оксиантрахинонов [5].
В ПМР-спектре пигмента III присутствуют сигналы метильной
группы, расположенной у ароматического кольца, при б 2,37 м. д. и двух
пар хелатированных гидроксилов при б 12,42 и 12,39 м. д. Для
увеличения растворимости пигмент подвергали силилированию; в
ПМР-спектре полученного триметилсилилового эфира ароматические протоны
Н-6 и Н-7 дают общий синглет при б 6,84 м. д., а протон Н-2 — синглет
при б 6,76 м. д. Все приведенные спектральные характеристики
отвечают структуре цинодонтина.
Значительные трудности встретились при хроматографическом
разделении хризофанола, исландицина и цинодонтина, отличающихся
числом гидроксильных групп. Эти трудности возникают из-за наличия
прочных водородных связей гидроксилов с хиноидными карбонилами,
способствующих сближению хроматографических параметров
указанных соединений.
В составе содовой вытяжки из гексанового экстракта лишайника,
наряду с основным пигментом VI, обнаружены два минорных пигмента
IV и V. В отличие от рассмотренных антрахинонов, пигмент VI дает
монометиловый эфир (М+ 316) с разбавленным эфирным раствором
диазометана, что говорит о наличии |3-гидроксила в его структуре. То,
что четыре других оксигруппы находятся в а-положении к хинондным
карбонилам, подтверждается. поглощением карбонила при 1584 см-1
в ИК-спектре пигмента. Масс-спектр высокого разрешения однозначно
дает брутто-формулу С15Н10О7, а характер фрагментации под
электронным ударом не противоречит предложенной формуле и структуре.
Появление гидроксила в (3-положении резко меняет
физико-химические свойства пентаоксиантрахинона по сравнению с а-гидроксилиро-
ванными антрахинонами: повышается температура плавления,
уменьшается и без того слабая растворимость в органических растворителях.
Недостаточное количество выделенного вещества и его плохая
растворимость не позволили получить иные производные, кроме метилового
эфира, а также дополнительные спектральные данные для этого
пигмента и окончательно установить взаимное расположение (3-гидроксила
и метильной группы в его молекуле.

Антрахиноны лишайника
163
Пигмент IV путем сопоставления его свойств со свойствами
заведомого образца был идентифицирован как эмодин.
Оранжевый пигмент V имеет молекулярную массу тетраоксиметил-
антрахинона 286 (масс-спектр) и температуру плавления выше 320°.
Способность его взаимодействовать с карбонатом натрия указывает
на наличие р-гидроксилов. Сопоставление температуры плавления с
литературными данными по производным эмодина [8] позволило
предположить для выделенного пигмента структуру 5-оксиэмодина (т. пл.
>310°). Однако прямое сравнение пигмента V и продукта окисления
эмодина [9] при ТСХ в различных системах растворителей показало, что
пигмент V отличается хроматографически от 5-оксиэмодина,
полученного синтетически. Располагая пигментом V в количестве менее 1 мг,
мы не могли получить другие характеристики для установления его
структуры.
Индийскими исследователями [10] была предложена одна из схем
эволюции лишайниковых и плесеневых полиоксиантрахинонов,
имеющих 1,4-диоксисистему: гельминтоспорина, исландицина и цинодонтина,
которые могут быть родственны общему более простому
предшественнику хризофанолу и образовываться дополнительной стадией его
окисления в пара-положении.
Биогенетическое родство эмодина и исландицина показано Гаттен-
беком [11], а эмодина и хризофанола — Харрисом с сотрудниками [12],
поэтому обнаружение пентаоксиантрахинона, находящегося на
дальнейшей стадии окисления, не должно быть неожиданным.
До сих пор в лишайниках не обнаруживали исландицина и
цинодонтина, они известны как продукты метаболизма плесеней [13, 14], но
это только подтверждает общность схемы биосинтеза антрахинонов для
лишайников и свободноживущих грибов.
ЭКСПЕРИМЕНТАЛЬНАЯ ЧАСТЬ
Лишайник собрали в Магаданской области в августе 1976 г.*
Температуры плавления определили на столике Боэтиуса (не
откорректированы). Масс-спектры сняли на приборе LKB-9000S прямым вводом
образца при ионизирующем напряжении 70 эВ, масс-спектр высокого
разрешения — на MS-902, ПМР-спектры — на Bruker HX-90E с
рабочей частотой 90 МГц (б, м. д., 0—ТМС, принятые сокращения: с —•
синглет, т — триплет, м — мультиплет), абсорбционные спектры — на
Specord UV-VIS, ИК-спектры — на Specord IR-75.
Экстракция и выделение веществ. Воздушно-сухой таллом
лишайника измельчили и экстрагировали в аппарате Сокслета
последовательно гексаном и метанолом. Метанольныи экстракт переизвлекли
гексаном. Гексановые вытяжки объединили.
При концентрировании гексанового экстракта из раствора выпал
желтый осадок усниновой кислоты, после перекристаллизации т. пл. 201—
203°, [а]д +498° (СНС13), идентичность вещества подтвердили
температурой плавления с заведомым образцом ( + )-усниновой кислоты.
Маточник упарили, остаток растворили в эфире и эфирный раствор
обработали 5%-ным водным раствором карбоната натрия.
Карбонатный раствор отделили, подкислили и экстрагировали эфиром; после
упаривания экстракта получили фракцию кислых пигментов малиново-
* Образец Asahinea chrysantha (Tuck.) Culb. & Culb. хранится в гербарии
Тартусского государственного университета Эстонской ССР. Вид лишайника
определен профессором X. X. Трассом.

164
Я. П. Мищенко и др.
го цвета. Из эфирного раствора, содержащего вещества не
взаимодействующие с карбонатом натрия, получили нейтральную фракцию
оранжевого цвета.
Пигменты нейтральной фракции. ТСХ на силуфоле в системе гек-
сан — хлороформ (1:1) показала, что эта фракция содержит три
пигмента: желтый I, оранжевый II и малиновый III с близкими
значениями Rf 0,76, 0,82 и 0,80 соответственно. После многократного деления на
колонке с силикагелем в системе гексан — хлористый метилен (30: 1)
и последующих кристаллизации получили в чистом виде 1 мг хризофа-
нола, 22 мг исландицина, 45 мг цинодонтина из 150 г сухого лишайника.
Хризофанол (I), желтые кристаллы, т. пл. 194—195° (лит. 196° [6в]).
Идентифицировали прямым сравнением с заведомым образцом хризо-
фанола (ТСХ, масс-спектр, отсутствие депрессии температуры
плавления с заведомым образцом).
Исландицин (П), бронзово-красные пластинки, т. пл. 217—219°.
{литературные данные: 218 [6а]). Абсорбционный спектр: Хтах (ЕЮН)
234, 253,"294, 479, 510, 532, 550 нм. ИК-спектр: vmai (СНСЦ) 1602 см-'.
ПМР-спектр (ССЦ): б 2,21 (ЗН, с, СН3), 7,10 (1Н, с, Н-2), 7,65 (1Н, т,
Н-6, Js,5=8,2 Гц; J67 = 7,6 Гц), 7.85 (1Н, м, Н-5, J57=l,5 Гц, J5,6=7,5 Гц),
7,24 (1Н, м, Н-7, J75=l,4 Гц, J76=8 Гц), 11,52 (1Н, с, ОН), 11,48 (1Н,
с, ОН), 10,25 (1Н, с, ОН) м. д. Масс-спектр: т/е 270 (М+ 100%), 253,
242, 213, метастабильные ионы 237,0; 216,9; 186,5.
Ацетильное производное исландицина. 3 мг исландицина в 1 мл
уксусного ангидрида (1 капля пиридина) оставили при комнатной
температуре на 48 ч. Смесь вылили на лед и извлекли серным эфиром.
После кристаллизации из метанола получили бледно-желтые кристаллы
триацетата исландицина, т. пл. 206—207° (литературные данные: 208°
[7]). Масс-спектр: т/е 396, 354, 336, 312, 294, 270 (100%), 242, 241,
213, 185.
Цинодонтин (Ш), темно-красные кристаллы, т. пл. 264°
(литературные данные: 263,5° [66]). ИК-спектр: vmax (КВг) 1576 см-1. ПМР-
спектр: б (CDC13) 2,37 (ЗН, с, СНз), 12,39 (2Н, с, ОН), 12,42 (2Н, с,
ОН) м. д. Масс-спектр: т/е 286 (М+ 100%), 270, 257, 229. Триметилси-
лиловый эфир цинодонтина: ПМР-спектр: б (CCU) 6,76 (1Н, с, Н-2);
6,84 (2Н, с, Н-6, Н-7) м. д.
Пигменты кислой фракции. Карбонатную фракцию подвергали
разделению на сефадексе LH-20 в хлороформе и собирали малиновую,
желтую и оранжевую зоны.
Эмодин (IV). Кристаллизацией из метанола вещества желтой зоны
получили около 1 мг оранжевых иголочек, т. пл. 254—255°
(литературные данные: 255° [6д]). Абсорбционный спектр: Хтах 254, 268, 290, 459 нм.
Идентичность выделенного пигмента эмодину подтверждена прямым
сравнением с заведомым образцом эмодина (ТСХ, нет депрессии
температуры плавления с образцом эмодина).
Пигмент (V). Вещество оранжевой зоны растворили в 0,5 мл
хлороформа и добавили 2 мл гексана, выпали красные кристаллы, их
отфильтровали, получили около 1 мг пигмента, т. пл. >320°.
Абсорбционный спектр: JW (ЕЮН) 258, 283, 310, 447, 500, 533 нм. Масс-спектр:
т/е 286 (М+ 100%), 270, 258, 257, 241, 229, 216, 213, 212, 211, 201, 161,
155, 137, 115, 105, 97.
Пентаоксиметилантрахинон (VI). После трехкратной
кристаллизации из этанола вещества малиновой зоны выделили 5 мг мелких
коричневых кристаллов, т. пл. >315°, слабо растворимых в спирте и не
растворимых в других органических растворителях. Абсорбционный
спектр: JW (ЕЮН) 247, 261, 302, 500, 540, 565, 578 нм. ИК-спектр:

Продукты фотореакции остола
165
v (КВг) 1584, 3492 см-1. Масс-спектр: т/е 302 (М+ 100%), 286, 274, 245,
228 метастабильные ионы 248,6; 219,1; 192,5.
Метилирование пентаоксиметилантрахинона. Метанольный раствор
1 мг пигмента обработали разбавленным эфирным раствором диазоме-
тана при 8°; выпали темно-коричневые кристаллы, т. пл. >320°. Масс-
спектр: т/е 316 (М+ 100%), 301, 273, 245, 217, 189.
ВЫВОДЫ
1. Из лишайника Asahinea chrysantha выделены шесть антрахино-
нов: хризофанол, исландицин, цинодонтин, эмодин, тетраоксиметил-
антрахинон и пентаоксиметилантрахинон.
2. Структуры выделенных веществ установлены спектральными
методами. Взаимное расположение метила и р-гидроксила в молекулах
тетра- и пентаоксиметилантрахинонов окончательно не выяснено.
3. Обнаружение в исследуемом лишайнике серии полиоксиметил-
антрахинонов, находящихся на различных стадиях окисления,
подтверждает общность биосинтеза антрахинонов у лишайников и грибов.
ЛИТЕРАТУРА
[1] W. L. Culberson, С. F. Culberson. Brittonia, 17, 182 (1965). [2]
L. Kappen. In: «The Lichens». Acad. Press,. New York—London, 344 (1973). [3j
С F. Culberson. J. Chromatogr., 72, 113 (1972). [4] J. S a n t e s s о n. Arkiv
for Kemi, B30, 4, 363 (1969). [5] A. S. R. Silva, A. C. A Ives, M. A. Fer r e i r a,
M. H. Lopes. Garcia de Orta (Lisboa), 19, 1-^4, 57 (1971). [6] R. H. Thomson.
Naturally Occurring Quinones, Acad. Press., London—New York, a) 448, 6) 505,
в) 389, г) 451, д) 419 (1971). [7] В. Н. Howard, H. Raistrick. J. Biochem.. 44,2,
227(1949). [8] H. J. Banks, D. W. Cameron, W. D. Raverty. Aust. J. Chem.,
31, 2271 (1978). [9] W. S t e g 1 i s h, W. L о s e 1, W. Reininger. Tetrahedron Lett.,
4719 (1967). {10] K. Aghoramurthy, T. R. Seshadri. J. Sci. Industr. Res., 13A,
114 (3954). [11] S. Gattenbeck. Acta Chem. Scand., 12, 1211 (1958); 14, 296 (1960).
[12] T. M. Harris, A. D. Webb, С. М. Harris, P. J. Wittek, T. P. Murray,
J. Am. Chem. Soc, 98, 6065 (1976). [13] B. H. Howard, H. Raistrick. J. Biochem.,
46, 49 (1950). [14] H. Raistrick, R. R о b i n s о n, A. R. T о d d. J. Biochem., 27,
1170 (1933).
Тихоокеанский институт биоорганической химии ¦ Поступило
Дальневосточного научного центра 12. X 1979 г.
АН СССР
Владивосток
УДК 577.15/17.582.89
О СТРОЕНИИ ПРОДУКТОВ ФОТОРЕАКЦИИ ОСТОЛА
А. 3. Абышев
Ранее [1] мы экспериментально показали, что 7-метокси-6-изопен-
тенилкумарин — суберозин (I) — при облучении его видимым светом
в хлороформе подвергается фотоокислению, в результате чего
образуются лофоптерол (II) и суберенол (III), а структурный изомер I —
7-метокси-8-изопентенилкумарин — остол (IV) в данных условиях не
включается в фотореакцию. Позднее III также был получен при
облучении I в пиридине другими исследователями [2]. Однако в печати
появилось сообщение [3] о том, что при облучении IV в хлороформе
солнечным светом все же протекает фотоокисление и при этом образуются
меранцин (V), изомеранцин (VI) и меранцингидрат (VII), причем
идентификацию V—VII провели с помощью методов ТСХ и ГЖХ.

166
А. 3. Абышев
В связи с этим мы вновь провели эту реакцию в условиях,
описанных в работе [3]. Ход реакции контролировали методами ТСХ на
пластинках силуфол и спектроскопией ЯМР с фурье-преобразователем.
Результаты исследований показали, что как и ранее [1], в течение
месяца с остолом (IV) никаких изменений не происходит не только под
действием видимого света, но и даже при облучении УФ-светом при Я 254
и 365 нм. Следовательно, при использовании хлороформа в качестве
Рис. 1. ПМР-спектр вещества VIII.
сенсибилизатора IV не подвергается фотоокислению, а данные,
приведенные в работе [3], не соответствуют истине. Мы пришли к такому
выводу на основании фактов, имеющихся в литературе [4], и
результатов собственных исследований, свидетельствующих о том, что
используемый автором работы [3] метод ГЖХ не объективен для
идентификации кумариновых соединений, так как при этом возможны различные
термические превращения, тем более, что хроматографирование в
работе [3] проведено при очень высокой температуре 256° (тогда как
температуры плавления IV — 82°, V — 66° и VI — ЮГ). Поэтому в
настоящее время метод ГЖХ в исследованиях кумаринов практически
не используется. Кроме того, образование VII (гидролиз эпоксигруппы
в V) в процессе фотореакции не представляется возможным, исходя из
существующих закономерностей органических фотореакций [5].
В результате проведенного нами исследования установлено, что из
числа апробированных растворителей — сенсибилизаторов — наиболее
подходящими для фотореакции IV являются ацетофенон и ацетонитрил,
так как в них реакция протекает достаточно быстро и образовавшиеся
соединения определяются количественно. Например, при облучении IV
УФ-светом при X 254 нм в ацетофеноне в течение 12 ч образуются, по
крайней мере, три вещества (VIII—X) с одинаковым химическим
составом СзоНгвОб. В ИК-спектрах этих соединений отсутствует полоса по-

Продукты фотореакции остола
167
глощения гидроксильных групп и их строение однозначно
определяется данными ПМР-спектров.
Так, в ПМР-спектре VIII (рис. 1) в области ароматических
протонов присутствуют сигналы протонов 7,8-дизамещенного кумаринового
цикла, а в области алифатических протонов отмечаются сигналы
протонов четырех метальных групп при четвертичных атомах углерода
(синглеты, 1,08 и 1,16 м. д., по 6Н каждый), двух циклических
метановых протонов (мультиплет, 1,60—1,94 м. д., 2Н), двух метиленовых
групп, присоединенных к ароматическим циклам (квартет, 3,06 м. д.,
Рис. 2. ПМР-спектр вещества IX.
Ji == 12 Гц, J2=6 Гц, 4Н) и метоксильных групп (синглет, 3,92 м. д., 6Н).
Эти данные полностью согласуются со структурой VIII.
В ПМР-спектре IX (рис. 2) обратная картина, т. е. сигналы,
наблюдаемые в сильном поле, обусловлены протонами двух метоксильных
и двух изопентенильных групп, а в слабом поле отсутствуют лишь
сигналы Н-3 и Н-4.
Таким образом, для исследуемого соединения наиболее
справедлива структура IX.
Сигналы циклических метановых протонов в IX проявляются в
интервале 2,19—2,42 м. д. (мультиплет, 4Н).
Изучение строения X продолжается. Таким образом, можно
заключить, что при облучении IV УФ-светом в ацетофеноне происходит
характерная для кумаринов фотоциклизация по двойным связям, как по
3,4-положениям кумаринового цикла, так и в боковой цепи, что
приводит к образованию циклобутановых структур.
ЭКСПЕРИМЕНТАЛЬНАЯ ЧАСТЬ
ИК-спектры снимали на спектрометре UR-20 (в вазелиновом
масле), ПМР-спектры — на спектрометре НХ-90 (в CDCb, 0—TMS),
температуры плавления определяли на блоке Кофлера. Чистоту полученных
веществ проверяли на пластинках силуфол в системе бензол — ацетон

168
М. П. Юлдашев и др.
в соотношении 10:1. Данные элементного анализа исследуемых
соединений соответствовали вычисленным.
Фотореакция остола (IV) в хлороформе. 1,0 остола растворяли в
5 мл сухого хлороформа в сосудах из кварцевого и обычного стекла,
которые выдерживали на свету в Течение месяца. За это время с осто-
лом никаких изменений не произошло, так как после упарки
растворителя полученный остаток по ИК- и ПМР-спектрам соответствовал
исходному остолу. Аналогичные результаты получили и при облучении
этого же образца УФ-светом при к 254 и 365 нм.
Фотореакция остола (IV) в ацетофеноне. 1,0 IV растворяли в 5 мл
ацетофенона в сосуде из кварцевого стекла и облучали УФ-светом при
X 254 нм в течение 12 ч. При этом раствор приобретал
темно-коричневый цвет. Затем реакционную смесь концентрировали в вакууме и
остаток, состоящий из четырех веществ, разделяли препаративно в
условиях, описанных выше. В результате получили: исходное вещество
IV Ci5H1603, т. пл. 81—82°, Rf 0,74 (голубое), VIII С30Н28О6, т. пл. 151 —
152°, Rf 0,03 (голубое), IX СзоНгвОе, т. пл. 113—115°, Rf 0,06 (темное),
X СзоНгвОб, Rf 0,10 (темное). В ИК-спектрах исследуемого остатка и
выделенных в индивидуальном виде соединений отсутствовала полоса
поглощения гидроксильных групп.
ВЫВОДЫ
Изучена фотореакция остола в ацетофеноне, в результате которой
установлено, что при облучении его УФ-светом фотоциклизация
происходит не только по двойной связи в положениях 3, 4, но и в боковой
цепи, что приводит к образованию циклобутановых структур.
ЛИТЕРАТУРА
[1] А. 3. Абышев. Химия природ, соедин., 131 (1975). {2J R. D. H. Murray,
I. Т. Ferbes. Tetrahedron, 34, 1411 (1978). [3] Г. А. Кузнецова. Химия природ,
соедин., 89 (1979). [4] S. A. Brown, J. P. S h у 1 u k. Anal. Chem., 34, 1058 (1962).
[5] Д ж. Р о б е р т c, M. К а с е р и о. Основы органической химии. 1968).
Ленинградский санитарно-гигиенический Поступило
медицинский институт 19. VII 1979 г.
УДК 577.15/17:582.89
КУМАРИНОВЫЕ ГЛИКОЗИДЫ HAPLOPHYLLUM PERFORATUM
М. П. Юлдашев, Э. X. Батиров, В. М. Маликов
Многие виды растений сем. Rutaceae содержат кумарины [1]. Из
Haplophyllum perforatum, относящегося к данному семейству, ранее
был выделен ряд алкалоидов [2]. Качественными реакциями мы
обнаружили наличие в нем также кумаринов и флавоноидов. Изучая
химический состав надземной части Н. perforatum, собранной в период
цветения (окрестности гор Алимтау, Чимкентская область, КазССР),
выделили четыре соединения кумариновой природы. В настоящей
статье приводим результаты исследования этих веществ.
Вещество I, по данным ИК- и УФ-спектроскопии, отнесли к 6,7-ди-
замещенным кумаринам. На основании результатов изучения масс-
спектра (М+ 192), а также непосредственным сравнением с истинным
образцом его идентифицировали со скополетином [3].

Кумариновые гликозиды Haplophyllum perforatum
169
Вещество II состава CieHisOg, согласно данным ИК- и ПМР-спек-
троскопии, является гликозидом. По результатам кислотного и
ферментативного гидролиза эмульсином выяснили, что в состав II входит
агликон, идентичный I, и глюкоза в эквимолярных соотношениях.
Изучение спектральных данных и результаты поляриметрического анализа
показали, что II является 7-О-р-глюкопиранозидом скополетина (скопо-
6 г 4 з
ПМР-спектр хаплоперозида А в дейтеропиридине.
5,м.д. 1
лином) [3, 4]. Гликозид III оказался новым и мы назвали его хаплопе-
розидом А. УФ-спектр (III ЯШах 230, 252 пл., 281, 344) характерен для
6,7-дизамещенных производных кумарина [5].
В ИК-спектре хаплоперозида А проявляются полосы поглощения
гидроксильных групп (3200—3600 см-1), карбонила а-пирона
(1710 см-1), метоксильной группы (2930 см-1) и С—О колебаний гли-
козидов (1020—1120 см-1). При кислотном гидролизе III образуется
скополетин, сахара — глюкоза и рамноза.
Ацетилированием III уксусным ангидридом в присутствии
пиридина был получен гексаацетат с т. пл. 84—85°. Следовательно, хаплоперо-
зид А является биозидом. Это подтверждается результатами изучения
ПМР-спектра III в дейтеропиридине, где проявляются сигналы ано-
мерных протонов глюкозы (5,48 м. д., J = 6,5 Гц), рамнозы (5,26 м. д.,
J=2 Гц), СНз-группы рамнозы (1,45 м. д., J = 5 Гц), десяти протонов
углеводной части в интервале 3,70—4,65 м. д., метоксильной группы
(3,57 м. д.) и протонов кумаринового ядра (рисунок).
Частичный гидролиз III 10%-ной уксусной кислотой приводит к
образованию рамнозы и гликозида, идентичного П. Следовательно,
рамноза является концевым сахаром, а непосредственно с агликоном
связана глюкоза. Для выяснения места присоединения рамнозы к глюкозе
мы использовали перйодатное окисление хаплоперозида А с
последующим доокислением азотной кислотой [6]. Разрушение обоих Сахаров при
окислении йодной кислотой указывает на отсутствие 1—>-3-связи [7],
а отсутствие винной кислоты среди продуктов доокисления исключает
1—>4-порядок связи между сахарами. Устойчивость гликозида к
щелочному гидролизу дает основание предполагать, что рамноза
присоединяется к глюкозе 1—у2-связью [8]. Величину окисных циклов и кон-

170
М. П. Юлдашев и др.
фигурацию гликозидных связей определяли методом сравнения
молекулярных вращений и ПМР-спектроскопией [9—11]. Установлено, что
рамноза соединена с глюкозой а-гликозидной связью и оба сахара
имеют пиранозный окисный цикл. Последнее хорошо согласуется со
скоростью кислотного гидролиза [12].
Таким образом, строение хаплоперозида А можно представить
как 6-метокси-7- (-О-р-/)-глюкопиранозидо-2-0-а-1-рамнопиранозил)
-кумарин.
Как видно, хаплоперозид А является биозидом, углеводная часть
которого представлена неогесперидозой. Неогесперидозиды некоторых
флавоноидов ранее были найдены в растениях рода Citrus, также
относящегося к сем. Rutaceae [13, 14].
ЭКСПЕРИМЕНТАЛЬНАЯ ЧАСТЬ
Спектральные данные получили на приборах UR-20 (таблетки с
КВг, ИК), спектрофотометр Hitachi EPS-3T (УФ, в этаноле), JNM-4H-
100/100 МГц, внутренний стандарт — ГМДС (ПМР); MX-1303 при 40 В
(масс-спектр). Температуры плавления определяли на приборе с
электрическим обогревом; углы вращения определяли на спектрополяри-
метре J-20.
Хроматографический контроль осуществляли ТСХ (силуфол
UV-254) в системах 1) хлороформ — метанол (8:2), 2) хлороформ —-
петролейный эфир (1:1), 3) толуол — этанол — этилацетат (1:1:1)
и БХ в системе бутанол-1 — пиридин — вода (6:4:3). Для разделения
кумаринов на колонке использовали силикагель КСК и Woelm (ФРГ).
Выделение. Воздушно-сухое измельченное сырье (3 кг) пять раз
экстрагировали этанолом, экстракт сгущали в вакууме. Сгущенный
экстракт разбавляли водой (1 : 1), выпавший осадок хлорофилла
отфильтровали и фильтрат последовательно экстрагировали
хлороформом, эфиром, этилацетатом и бутанолом.
Этилацетатное извлечение (20,0 г) подвергали хроматографическо-
му разделению на колонке с силикагелем в системе петролейный
эфир — хлороформ. При составе смеси 1:1с колонки элюировали ско-
полетин, при составе 25 : 75 — вещество II.
Часть бутанольного извлечения (35,0 г) разделяли указанным выше
способом в системе хлороформ — пропанол. При составе смеси 8 : 2
выделили вещество II (42—52 фракции), а затем вещество III (62—
70 фракции).
7-О-р-Глюкопиранозид скополетина (II), т. пл. 207—209° (темпера-
22
тура плавления тетраацетата 157—159°), [a]D —6,5° (с 1,13; диметил-
формамид), Rf 0,69 (система 1), ИК-спектр (см-'): 3250—3600 (ОН-
группы), 2930 (ОСНз), 1735 (С = 0 а-пирона), 1610, 1596, 1518
(С=С-связи в циклах), 1082, 1054, 1012 (колебания С—О глюкопира-
нозидов).
УФ-спектр, нм: Х™"?т 229, 280, 339 (lge 3,87; 3,28; 2,78).
ПМР-спектр в D-пиридине (м. д.): 7,57 (д, 10 Гц, Н-4), 7,35 (с,
Н-5), 6,91 (с, Н-8), 6,21 (д, 10 Гц, Н-3), 4,91 (у. с, Н-Г), 3,95—4,45 (м,
6Н глюкозы), 3,63 (с, ОСНз).
6-Метокси-7-(0-р-/)-глюкопиранозидо-2-0-а^-рамнопиранозил)-ку-
марин (III) — белое кристаллическое вещество, растворимое в этаноле,
воде, т. пл. 212—213°, [<х]д — 37° (с 0,24; СН3ОН), Rf 0,49 (I). ИК-
спектр (см-1): 3200—3600 (ОН-группы), 2930 (ОСН3), 1710 (С = 0
а-пирона), 1617, 1570, 1518 (С=С-связи в циклах), 1459, 1429, 1390,

Кумариновые гликозиды Haptophyllum perforatum 171
1281, 1254, 1145, 1120—1015 (С—О-колебания гликозидов), 940, 918,
870, 835, 816, 766, 755.
УФ-спектр, нм: Л™ихрт 230, 252 пл., 260 пл., 281, 344 (lge 4,16; 3,56;
3,64; 3,80 соответственно). .
ПМР-спектр в ?>-пиридине (м. д.): 7,58 (д, 10 Гц, Н-4), 7,54 (с.
Н-5), 6,93 (с, Н-8), 6,21 (д, 10 Гц, Н-3), 5,48 (м, 6,5 Гц, Н-1'), 5,26 (у. с,
Н-1"), 3,70—4,65 (м, ЮН сахарной части), 3,57 (с, —ОСН3), 1,45 (д,
5 Гц, СН3-группа рамнозы).
Кислотный гидролиз (III). Раствор 24 мг III в 3 мл 5%-ной серной
кислоты нагревали на кипящей водяной бане 2 ч. Охлажденную смесь
разбавили водой и экстрагировали хлороформом. Хлороформные
извлечения промывали водой, высушивали безводным сульфатом натрия,
фильтровали и отгоняли. Остаток перекристаллизовали из этанола.
Получили 7 мг агликона, который методом ИК-, масс-спектроскопии
(М+ 192) и сравнительной хроматографией отождествили со скополе-
тином. В нейтрализованном на анионите АН-1 и упаренном водном
остатке методом БХ со свидетелями обнаружили D-глюкозу и
L-рамнозу.
Частичный гидролиз (III). 30 мг III нагревали на водяной бане с
6 мл 10%-ной уксусной кислоты. Ход реакции контролировали ТСХ
(система 1).
Через 6 ч реакционную смесь нейтрализовали 10%-ным раствором
NaHC03, упарили в вакууме и методом БХ со свидетелем обнаружили
L-рамнозу. Высушенный остаток хроматографировали на колонке с
силикагелем в системе хлороформ — спирт (4:1). Выделили 9 мг
моноглюкозида, который непосредственным сравнением был
отождествлен с веществом II.
Ацетилирование (III). 44 мг соединения III, 0,5 мл пиридина и 3 мл
уксусного ангидрида выдерживали при комнатной температуре 48 ч.
Затем смесь выливали в ледяную воду, выпавший осадок
отфильтровывали, промывали водой. После перекристаллизации из спирта
получили 40 мг гексаацетата с т. пл. 84—85°.
Перйодатное окисление хаплоперозида А. К раствору 50 мг III в
10 мл 50%-ного этанола добавили 0,06 г йодной кислоты и оставили в
темном месте при комнатной температуре на 48 ч. Затем смесь
обрабатывали небольшим количеством этиленгликоля, нейтрализовали на
анионите АВ-10Г (ОН-форма) и раствор упарили до 3 мл. 1 мл
последнего гидролизовали 5%-ной соляной кислотой, нейтрализовали на
анионите, хроматографировали на бумаге с глюкозой.
Другую часть раствора смешивали с 1 мл 20%-ной азотной
кислоты и смесь упаривали при добавлении небольших количеств воды до
полного удаления окислов азота. Остаток хроматографировали на
бумаге с винной кислотой. Глюкоза и винная кислота не обнаружены.
Действие щелочи на III. 15 мг III растворяли в 5 мл 0,5%-ного
раствора КОН и нагревали на кипящей водяной бане 3 ч. Затем смесь
нейтрализовали 2%-ной соляной кислотой, упарили в вакууме. При
хроматографировании (ТСХ, система 1) обнаружено, что исходное
вещество не изменяется.
ВЫВОДЫ
Установлено наличие кумариновых гликозидов в Haplophyllum
perforatum. Из надземной части этого растения выделены скополетин,
скополин и новый кумариновый гликозид — хаплоперозид А, для
которого предложено строение 6-метокси-7-(-0-|3-/)-глюкопиранозидо-2-0-а-
L-рамнопиранозил) -кумарина.

172
А. И. Деркач и др.
ЛИТЕРАТУРА
[l'J М. Г. Пимено в. Перечень растений — источников кумариновых
соединений. Л., 43 (1971). [2] С. Ю. Юнусов. Алкалоиды. Ташкент, 181 (1974). [3]
Г. А. Кузнецова. Природные кумарины и фурокумарины. Л., 74 (1967). [4]
Л. И. КоЪелева, Г. К. Никонов. Фармация, № 4, 78 (1969). [5] М. Е.
Пере л ь с о н, Ю. Н. Шейнкер, А. А. Савина. Спектры и строение кумаринов,
хромонов и ксантонов. М., 9 (1975). [6] Т. А. Сергиенко, Л. С.
Казарновский, В. И. Литвиненко. Химия природ, соедин., 166 (1966). [7] Б. Н. Сте-
паненко. Химия и биохимия углеводов (полисахариды). М., 17 (1978). [8]
В. И. Литвиненко, В. А. Макаров. Химия природ, соедин., 366 (1969). [9]
Т. А. Сергиенко, Л. С. Казарновский, В. И. Литвиненко. Фармация,
34 (1967). [10] Б. Н. Степаненко. Химия и биохимия углеводов (моносахариды).
М., 90 (1977). [11] Т. J. Mabry, К- R. M a r k h a m, M. В. Thomas. The Systematic
Identification of Flavonoids. Berlin—Heidelberg—New-York, 268 (1970) [12]
В. Н. Спиридонов, И. П. Ковалев, А. П. Прокопенко. Химия природ,
соедин., 5 (1969). [13] R. M. Horowitz, В. G e n t i l i. Tetrahedron, 19, 773 (1963).
[14J The Flavonoids. Ed by J. B. Harborne, T. J. Mabry. London, 398 (1975).
Ордена Трудового Красного Знамени Поступило
Институт химии растительных веществ 16. XI 1979 г.
АН УзССР
Ташкент
УДК 547.918
ФЛАВОНОИДЫ STACHYS SPECTABILIS
А. И. Деркач, Н. Ф. Комиссаренко, В. Г. Гордиенко,
И. П. Шеремет, И. П. Ковалев, Д. А. Пакалн
Продолжая исследование растений рода Stachys L., мы изучили
флавоноидный состав чистеца замечательного Stachys spectabilis
Choisy et DC, широко распространенного в субальпийском поясе
Закавказья. Для исследования использовали сырье, собранное в период
цветения в районе г. Арагац Армянской ССР.
Флавоноиды выделяли по методике [1], описанной ранее. В
результате получили три вещества флавоноидной природы. Два из них
идентифицировали со стахифлазидом [2] и изостахифлазидом [3], третье
вещество, названное нами спектабифлазидом, является новым
соединением.
Спектабифлазид на бумажной хроматограмме обнаруживается в.
виде светло-коричневого пятна с Rf 0,31 в системе 3.
Для установления строения спектабифлазида получили ПМР-спек-
тры гликозида и его агликона в ДМСО-Бб, а также их ацетильных (в
CDCls) и триметилсилиловых производных (в СС14). Получили УФ-
спектры с ионизирующими добавками [4]. Провели гидролиз 5%-ным
раствором серной кислоты, в результате чего выделили агликон
C]6Hi207 с т. пл. 310—312°. Хроматографией на бумаге в системе 1
обнаружили два сахара, по величинам Rf при параллельном хроматогра-
фировании соответствующие глюкозе и маннозе.
Спектр агликона содержит сигналы четырех гидроксильных групп
при б 12,37 (5-ОН), 10,47 (7-ОН), 9,42 (4'-ОН) и 8,71 м. д. (8-ОН), а
также сигнал метоксильной группы при б 3,89 м. д. Это подтверждается
наличием сигналов четырех ацетильных групп в ПМР-спектре ацетата
агликона.
Сравнение химических сдвигов ароматических протонов кольца В
с теоретически рассчитанными для аналогичных моделей, содержащих
незамещенный фенильный радикал, по аддитивной схеме с
использованием констант заместителей для растворов в ДМСО [5] показало, что-

Флавоноиды Stachys spectabilis
173
боковой радикал замещен —ОСН3- и —ОН-группами в положениях
3' и 4' соответственно.
Для подтверждения этих данных провели щелочную деструкцию
агликона. В продуктах деструкции хроматографией на бумаге
(система 2) обнаружили ванилиновую кислоту. ПМР-спектры агликона
содержат также сигналы протона Н-3 при б 6,71 м. д. и протона Н-6 при
б 6,30 м. д. Идентификацию этих сигналов проводили сравнением ПМР-
спектров полных триметилсилиловых и 5-ОН триметилсилиловых эфи-
ров гликозида и агликона [6].
Таким образом, структуру агликона можно представить как
б^вД'-тетраокси-З'-метокси-флавон.
Наличие трех ароматических ацетильных групп (б 2,49; 2,42 и
2,34 м. д.) в спектре ацетата спектабифлазида указывает на биозидную
природу данного гликозида.
Место присоединения сахарного компонента к агликону
доказывали по описанной методике [4, 6]. Полученные в результате гидролиза
сахара легко сбраживаются дрожжами [7], что подтверждает их
принадлежность к D-ряду углеводов.
Устойчивость гликозида к гидролизу ферментами виноградной
улитки, рамнодиастазой и раствором щелочи [8, 9] свидетельствует о
1—>-2-связи между сахарами. Спектры триметилсилилового эфира
спектабифлазида обнаруживают сигналы аномерных протонов двух
гликозидных остатков: глюкозы (д, J = 7 Гц, б 4,91 м. д.) и маннозы
(д, J=3,0 Гц, б 5,67 м. д.). По величине констант расщепления
аномерных протонов и значениям их химических сдвигов можно судить о
р-конфигурации углеводных компонентов [6]. Приведенные данные
показывают, что структура сахарного компонента такая же, как и в
других флавоноидных биозидах, выделенных из растений рода Stachys [2, 3].
Таким образом, строение спектабифлазида можно представить
как 5,8,4'-триокси-3'-метокси-7-(-0-р-/)-глюкопиранозо-2"-0-р-.0-манно-
пиранозил) -флавон.
ЭКСПЕРИМЕНТАЛЬНАЯ ЧАСТЬ
УФ-спектры сняли на приборе EPS-3, ПМР-спектры — на приборе
R-20A (60 МГц); внутренний стандарт — тетраметилсилан. Оптическую
активность определили на поляриметре А1-ЕПЛ. Для хроматографии
на колонке использовали полиамидный сорбент. Для хроматографии на
бумаге применяли следующие системы: 1) жидкий фенол, 2) 5%-ная
уксусная кислота, 3) бутанол-1 — уксусная кислота — вода (4:1 :2).
Температуру плавления определяли на блоке Кофлера.
Выделение флавоноидов. Из 3,8 кг воздушно-сухой надземной части
флавоноиды извлекали 80%-ным спиртом. Полученное извлечение
упаривали и очищали по ранее описанной методике [1]. В результате
получили 126 г очищенной суммы флавоноидов. Сумму веществ разделяли
методом хроматографии на полиамидном сорбенте, используя в
качестве элюента хлороформ, содержащий спирт (3 + 6% по объему).
Выделили стахифлазид и изостахифлазид, идентифицированные с ранее
полученными [2, 3], и спектабифлазид — новый флавоноидный гликозид.
Данные анализа соединений соответствовали вычисленным.
Спектабифлазид С28Н32О17 — желтый кристаллический порошок с
т. пл. 270—272°, [а]2^ —80° (с 0,1; метанол — диметилформамид, 9:1).
Ацетилирование спектабифлазида. 0,3 г вещества растворяли в
8 мл пиридина, прибавляли 10 мл уксусного ангидрида и оставляли на

174
А. И. Деркач и др.
15 ч при 20°. Дальнейшую обработку проводили так, как описано в
работе [1]. Получили 0,18 г ацетата спектабифлазида, очищенного и
перекристаллизованного из метанола.
Ацетат спектабифлазида — белый кристаллический порошок, т. пл.
133—135°, [а]* —40° (с ОД; метанол).
Кислотный гидролиз. К 0,5 г спектабифлазида прибавляли 15 мл
метанола, 15 мл 10%-ного раствора серной кислоты и гидролизовали на
кипящей водяной бане в течение 12 ч. Полноту гидролиза определяли
методом хроматографии на бумаге в системе 2. Выпавший после
остывания агликон отфильтровали и перекристаллизовали из метанола.
Выход составил 0,19 г. Фильтрат после отделения агликона очищали на
окиси алюминия, нейтрализовали анионитом АВ-17 и упаривали.
Методом хроматографии на бумаге в системе 1 обнаружили два сахара с
Rf 0,4 и 0,43, которые идентифицировали с глюкозой и маннозой
соответственно.
Ферментативный гидролиз. Гидролиз проводили по известной
методике [8] ферментами виноградной улитки и рамнодиастазой при 36°
в течение 48 ч. После ферментации выделили исходное вещество.
Щелочной гидролиз. 10 мг спектабифлазида нагревали с 2 мл
0,5%-ного раствора едкого калия на кипящей водяной бане в течение
4 ч. Смесь нейтрализовали и хроматографировали в системе 3. В
продуктах гидролиза сахара не обнаружили.
Агликон Ci6Hi207 — желтые игольчатые кристаллы, т. пл. 316—
318°, (с разложением).
Ацетилирование агликона проводили аналогично гликозиду. Из
60 мг агликона получили 46 мг тетраацетата агликона,
перекристаллизованного из метанола. Тетраацетат агликона — С24Н20О11 — белый
кристаллический порошок, т. пл. 241—243°.
Щелочная деструкция агликона. 50 мг агликона растворяли в 10 мл
20%-ного раствора едкого кали и нагревали на кипящей водяной бане в
течение 1 ч [9]. В продуктах гидролиза в системе 2 обнаружили
ванилиновую кислоту.
ВЫВОДЫ
Из надземной части Stachys spectabilis выделены три вещества
флавоноидной природы. Два флавоноида идентифицированы со стахи-
флазидом и изостахифлазидом, третий, названный нами спектабифлази-
дом, является новым соединением и представляет собой 5,8,4'-триокси-
3'-метокси-7-(0-р-Л-глюкопиранозо-2"-0-р-/)-маннопиранозил)-флавон.
ЛИТЕРАТУРА
[1] И. П. Шеремет, Н. Ф. К о м и с с а р е н к о. Химия природ, соедин., 373
(1971). [2] Н. Ф. Ко мисса ренко, А. И. Деркач, И. П. Шеремет,
Д. А. П а к а л н. Химия природ, соедин., 98 (1976). [3] Н. Ф. К о м и с с а р е н к о,
А. И. Деркач, И. П. Шеремет, В. Г. Г о р д и е н к о, Д. А. П а к а л н. Химия
природ, соедин. 521 (1978). [4]' F. A. G e i s s m a n. The Chemistry of Fravonoids
compounds. 107 (1962). [5] Jessie I. Jove. Org. Chem., 38, 20, 3517 (1973). [6]
T. I. Mabry, K. R. Markham, H. B. Thomas. The Systematic Identification of
Flavonoids. Springer—Verlag, Berlin—Heidelberg New York. [7] T о л л е н с-Э л ь-
снер. Краткий справочник по химии углеводов. М.—Л. (1938). [8] В. И. Л и т-
виненко, В. А. Макаров. Химия природ, соедин., 336 (1969). [9] М. Д.
Алания. Химия природ, соедин., 646 (1977).
Харьковский н.-и. химико-фармацевтический институт Поступило
Украинская зональная опытная станция лекарственных растений ВИЛР 14. IX 1979 г.
Лубны

Химический состав Ledum palustre
175
УДК 543+547.9+633.88
ХИМИЧЕСКИЙ СОСТАВ LEDUM PALUSTRE
Н. С. Михайлова, К. С. Рыбалко
Ранее [1] мы приводили данные по идентификации веществ,
полученных из Ledum palustre L. (багульник болотный) сжиженными
газами (С02 и хладоном-11). В настоящей статье сообщаются данные по
идентификации веществ, полученных органическими растворителями.
При экстракции органическими растворителями наряду с ранее
описанными веществами [1] выделены р-ситостерин, тритерпеноиды —
тараксерол, уваол, урсоловая кислота, кумарин — фраксетин и четыре
Полосы
поглощения
I
II
С2Н5ОН
А
365
255
+CH;!ONa
+ А1С13
A J АД | A | ДА
415
267
^-50
+ 12
415
280
г50
+-25
+а:с13
+ HCI
+ CH3COQNa
А | ДА | А
415
280
+50
+25
365
255
ДА
0
0
+CH3COONa
+ Н3В03
А | ДА
365
255
0
0
флавоноида, два из них (кверцетин и гиперозид) были описаны для
багульника болотного [2], а два нет (они условно названы нами Ф-I и
Ф-П). Остановимся подробнее на идентификации этих веществ.
Вещество Ф-I получено в виде светло-желтых кристаллов с т. пл.
147—149° (из спирта) состава CigH^O?. В его ИК-спектре имеются
полосы поглощения 3270 (ОН), 1665 (СО—С=С) и 1600, 1500, 1470 см-1.
(С = С—С=С). В УФ-спектре имеются два максимума поглощения
равной интенсивности при 258 и 365 нм, свидетельствующие о
принадлежности вещества к флавонолам.
При ионизации гидроксильных групп метилатом натрия отмечен
батохромный сдвиг длинноволнового максимума на 43 нм без снижения
-интенсивности, что говорит о наличии ОН-группы при С4, наряду с
замещенной ОН-группой при С3. Ионизация ацетатом натрия не вызвала
сдвиг максимумов полос, следовательно, свободная ОН-группа при С7
отсутствует. БатохромнЬш сдвиг длинноволнового и коротковолнового
максимумов на 45 и 15 нм при добавлении хлористого алюминия
указывает на присутствие свободной ОН-группы при С5.
Присутствие в молекуле Ф-I двух ОН-групп подтверждено
получением диацетата С22Н20О9, т. пл. 175—177° (из спирта).
В ЯМР-спектре ТМС-эфира Ф-I присутствуют сигналы трех мето-
ксильных групп (сиг. при 3,8 м. д.), сигналы протонов метоксильных
групп в ЯМР-спектре Ф-I в ^-пиридине отмечены в виде трех сингле-
тов в той же области. Таким образом, в молекуле Ф-1 имеются два
гидроксила при С5 и С4, и три метоксильные группы, которые
располагаются при С3, С7 и С3,, что следует из данных ЯМР-спектра исходного
вещества и его ацетата: два дублета в области 6,25 и 6,5 м. д. — это
сигналы протонов Нб и Н8, расщепленный сигнал в 1Н при 6.9 м. д.—
Н5,, а сигнал в 2Н при 7,45—7,75 м. д. — Н2, и Н6, [3].
Полученные данные позволяют предложить для выделенного
вещества структуру 5,4'-диокси-3,7,3'-триметоксифлавона. Сравнивая
строение вещества с описанными в литературе, мы отметили его
идентичность структуре выделенного ранее флавоноида, названного 3,7,3'-
3-68

176
Н. С. Михайлова, К. С. Рыбалко
триметилкверцетином [4]. Позже вещество такой же структуры было
описано и другими исследователями [5], однако ни первые, ни вторые
авторы не дают физических констант вещества, а приводят только
н3со
11,-
ОН О
На на
4QCH,
U
i,
¦Jh
M.S
Н3С0
д
ZGH3CQ:
— Н„
м.а
ЯМР-спектр ТМС-эфира вещества Ф-П (а) и ацетата вещества Ф-П (б).
спектральные данные. Таким образом, выделенный нами флавоноид
является 3,7,3'-триметилкверцетином.
Флавоноид Ф-П был выделен в виде светло-желтых кристаллов
с т. пл. 188—190° (из спирта) состава CigHisOe. В его ИК-спектре
имеются полосы поглощения 3510 (ОН), 1660 (СО—С=С), 1610, 1590,

Химический состав Ledum palustre
177
1570 см ~[ (C = C—C=C). Данные УФ-спектра позволяют отнести
выделенное вещество к группе флавонолов, так как имеются два максимума
равной интенсивности при 255 и 365 нм. Анализ данных УФ-спектра с
ионизирующими добавками (таблица) показал наличие двух гидро-
ксильных групп в положениях С4 и С5 (батохромное смещение
максимумов при добавлении метилата натрия и хлористого алюминия
соответственно) .
Присутствие в молекуле Ф-П двух гидроксильных групп доказано
получением диацетата состава С23Н22О10, т. пл. 221—222° (из спирта).
В ЯМР-спектре ТМС-эфира Ф-П имеются сигналы четырех метоксиль-
ных групп в области 3,8 м. д. в виде нескольких перекрывающихся
синглетов, а в ЯМР-спектре Ф-П в пиридине и в ЯМР-спектре его
ацетата сигналы протонов метоксильных групп частично разошлись и
находятся в той же области в виде трех синглетов в ЗН, 6Н и ЗН.
Таким образом, в молекуле Ф-П отмечаются два гидроксила —
один при С5, второй при Сг — и четыре метоксила, положение которых
определено на основании данных ЯМР-спектров ТМС-эфира Ф-П и его
ацетата (рисунок). В области 6,12—6,35 наблюдаются два дублета по
1Н каждый — Нб и Не; синглет в 2Н при 7,30 м. д. — Нг' и Нб-.
Полученные данные позволяют предложить для выделенного вещества
структуру бД'-диокси-ЗД.З'.б'-тетраметоксифлавона. Это вещество в
литературе не описано.
В масс-спектре Ф-П имеется пик молекулярного иона М+ с пг/е 374
(100%), основными ионами являются (М—Н)+, (М—СН3)+, (М—Н20)+,
(М—НСО)+ (М—Н2СО)+ (М—ОСН3)+ (М—СНз—СО)+
образование фрагмента (М—СН3—СН3ОН) + с пг/е 327 (25%) можно объяснить
ортоэффектом метокси- и оксигрупп в ионе (М—СН3)+ с пг/е 359 (81%).
В масс-спектре диацетата Ф-П наблюдается пик молекулярного иона
с пг/е 458 (20%), свидетельствующий о наличии в молекуле двух
ацетильных группировок и подтверждающий присутствие двух
гидроксильных групп в соединении Ф-П. Основные ионы: (М—2СН2СО)+,
(М—СН2СО—СН3СО)+, (М—2СН2СО—СН3)+. Образование
интенсивных пиков в масс-спектре ацетильного производного с пг/е 416 (43%) и
374 (86%), соответствующих потере одной или двух молекул кетена,
подтверждает наличие в молекуле Ф-П двух гидроксильных групп фе-
нольного типа. Возникновение интенсивных пиков фрагментов
(М—СН2СО—СН3СО)+ с пг/е 373 (35%) и (М—2СН2СО—СН3)+ с
пг/е 359 (100%) свидетельствует об орго-положении метокси- и ацето-
ксигрупп. Таким образом, диссоциативная ионизация флавоноида Ф-П
согласуется с предлагаемой структурой.
ЭКСПЕРИМЕНТАЛЬНАЯ ЧАСТЬ
Состав полученных веществ определили по процентному
содержанию С, Н и М+ в масс-спектре.
ТСХ проводили на пластинках Silufol, проявляли 0,5%-ным
раствором КМп04 в 0,5%-ном растворе H2SOa. ЯМР-спектры снимали на
спектрометре JNM-4H-100 МГц, масс-спектры — на приборе СН-8 при
ионизирующем напряжении 75 В.
Экстракция петролейным эфиром. 1 кг измельченного
фармакопейного сырья (смесь листьев и тонких веточек) багульника болотного,
собранного в июле в Костромской области, настаивали с петролейным
эфиром при комнатной температуре в течение суток. Экстракцию
повторяли три раза, экстракт упаривали, остаток хроматографировали на

178
Н. С. Михайлова, К- С. Рыбалко
силикагеле Л 100/250 мк. Петролейным эфиром, смесью петролейный
эфир— эфир (9 : 1, 8 : 2, 7 : 3) вымыли углеводород, воск, палюстрол,
ледол и 5-окси-7,4'-диметокси-6-метилфлавон. Все эти вещества ранее
мы выделяли из экстрактов, полученных сжиженным CQ2 [1].
Уваол. Смесью петролейный эфир — эфир (1:1) вымыли белые
кристаллы-мутовки, т. пл. 220—221° (из спирта) состава С3оН5002,
\а]° +63,7° (с 3,0; хлороформ).
ИК-спектр, vmax: 3340—3360 (ОН).
ЯМР-спектр, б, м. д.: сиг. 5,2 (СН=С), два д с наложением муль-
типлета при 3,2—3,8 в ЗН (СН2ОН и СН—ОН), с и д в области 0,8—1,1
(СН8—С—; СНз—СН—).
Ацетат уваола. При взаимодействии уваола с уксусным
ангидридом в пиридине при комнатной температуре с последующим
извлечением из реакционной смеси хлороформом получили стекловидный продукт,
т. пл. 70°, состава С34Н5404.
ИК-СПеКТр, Vmax/ 1740 (ОСО).
ЯМР-спектр, б, м. д.: м 5,2 (СН = С), два д при 3,5 и 4,0 (СН2ОСО),
м 4,45 (СНОСО).
Урсоловая кислота. Сырье после обработки петролейным эфиром
три раза настаивали с диэтиловым эфиром при комнатной температуре в
течение суток каждый раз, остаток после удаления растворителя хро-
матографировали на силикагеле 100/250 мк, вымывали петролейным
эфиром, смесью петролейный эфир — эфир, эфиром. Из эфирных элюа-
тов получили белые кристаллы с т. пл. 232—240°, которые затем снова
кристаллизуются и плавятся при 265—275°. Полученные кристаллы
промывали петролейным эфиром, хлороформом и перекристаллизовы-
вали из спирта, т. пл. 280—283°, состав С30Н48О3.
ИК-спектр, vmax-' 3400—3460 (ОН), 1690 и. ел 2740, 2670, 2680 см-1
он /
ЯМР-спектр, б, м. д.: сиг. 5,45 (СН = С), т 3,35 (СН—ОН), с и д в
области 0,8—1,2 (5СН3—С; 2СН3—СН).
Ацетат урсоловой кислоты. 0,3 г урсоловой кислоты растворяли в
2 мл пиридина, прибавляли 1 мл уксусного ангидрида и оставляли при
комнатной температуре на сутки. Реакционную смесь разбавляли водой,
экстрагировали хлороформом, остаток . после удаления хлороформа
(т. пл, 160—180°) хроматографировали на.нейтральной окиси алюминия
(акт. IV ст.), смесью петролейный эфир — эфир (8:2) вымывали
бесцветные кристаллы с т. пл. 280—285° состава С32Н5о04. ИК-спектр.
( '° \
vmax: 1740 (ОСО), 1690 и ел 2740, 2670 см-> Сч : ЯМР-спектр, б,
V 0Н/
м. д.: м при 5,2 (СН=С), т 4,5 (СН—ОСО), с 1,95 (СН3—СО—), с и д
при 0,7—1,2 м. д. (5СН3—С; 2СН3—СН).
Метиловый эфир урсоловой кислоты получили взаимодействием с
диазометаном в эфире. Продукт реакции хроматографировали на
нейтральной окиси алюминия (акт. IV ст.). Смесью петролейный эфир —
эфир (8:2) вымывали белые кристаллы с т. пл. 166—169° состава
C3lH5o03.
Ацетат метилового эфира урсоловой кислоты получили
взаимодействием с уксусным ангидридом в пиридине. Бесцветные кристаллы с
т. пл. 242—245° (из спирта), состав С33Н5204.

Химический состав Ledum palustre
179
Экстракция 50%-ным спиртом. 1 кг измельченного сырья три раза
настаивали с 50%-ным спиртом при комнатной температуре в течение
суток каждый раз, после чего экстракт упаривали до половины объема,
фильтровали, фильтрат обрабатывали 3 раза петролейным эфиром и
15 раз эфиром. Остаток после удаления эфира хроматографировали «а
полиамиде, вымывали хлороформом и смесью хлороформ — метанол.
Тараксерол. Фракции 1—3 хлороформных элюатов рехроматогра-
фировали на силикагеле Л 100/250 мк. Смесью петролейный эфир—эфир
(9 : 1) вымывали воскообразную массу, которую промывали
хлороформом. Из хлороформных фильтратов выпали белые кристаллы с т. пл.
282—284° состава С3оН5аО.
ИК-спектр, vmax.- 3450 см-1 (ОН).
ЯМР-спектр, 6, м. д.: уш. сиг. при 5,5 (СН = С), т при 3,1 м. д.
,он
(СН ) с и д в области 0,7—1,1 (СН3—С), (СН3—СН).
З:7,3'-Триметилкверцетин. Смесью петролейный эфир. — эфир (1:1)
вымыли желтые кристаллы, т. пл. 147—149° (из спирта), состава
CigHi607. Диацетат этого вещества получили взаимодействием с
уксусным ангидридом в пиридине при комнатной температуре, после
разбавления водой выпал осадок, его промывали водой и перекристаллизовы-
вали из спирта, т. пл. 175—177°, состав С22Н20О9.
ЙЛ'-Диокси-З^З'.Б'-тетраметоксифлавон. Из эфирных элюатов
выделили желтые кристаллы с т. пл. 188—190° (из спирта) состава
CjgHigOg.
Диацетат получили по описанному выше способу, т. пл. 221—222°
(из спирта), состав С23Н22О10.
Фраксетин. Из фракций 4—5 хлороформных элюатов хроматогра-
фировали на полиамиде при стоянии выпали желтоватые кристаллы,
после перекристаллизации из спирта т. пл. 228—230, состав СюН805.
ИК-спектр, vmax-' 3450—3330 (ОН), 1715 (С = 0), 1600, 1580, 1570,
1510 см-1 (С=С).
УФ-спектр, /Wax-' 210 и 350 им, lge 3,6 и 4,0 соответственно.
ЯМР-спектр, б, м. д.: с при 3,95 в ЗН (СН3—О—С—), два д при
6:2 и 7,6 — Н3 и Н4, с при 6,5 — Н5.
Кверцетин и гиперозид. Смесью хлороформ — метанол (9:1)
колоночной хроматографией эфирного экстракта на полиамиде вымыли
кристаллическую смесь двух веществ, ее рехроматографировали на
силикагеле Л 40/100 мк. Смесью петролейный эфир — эфир (1 : 9)
вымыли желтые кристаллы с т. пл. 312—315° (из спирта) состава С^Н^Оу,
по ЯМР-снектру вещество идентично кверцетину.
Смесью эфир — этилацетат — метанол (6:2:2) элюировали
темные кристаллы, которые после двух . перекристаллизации из спирта
имели т. пл. 224—227°.
ЯМР-спектр идентичен ЯМР-спектру гиперозида.
Экстракция метанолом. 1 кг вышеуказанного сырья три раза
настаивали с метанолом при комнатной температуре. Экстракт упаривали
до 1/3 объема, выпавший осадок (около 100 г) отфильтровывали, а
затем осадок растворяли в хлороформе и хроматографировали на
силикагеле Л 100/250 мк. Элюировали петролейным эфиром, эфиром и их
смесью. Смесью петролейный эфир — эфир (8 :2) вымыли р-ситосте-
рин в виде белых кристаллов, т. пл. 138—139°, состава С29Н50О.
ИК-спектр, vmax.' 3430—3320 (ОН), 1645, 1465 и 1380 см-1 (С = С).
ЯМР-спектр, б, м. д.: с и д при 0,7—1,2 (СН3—С, СН3—СН), т при
3,65 (СН—ОН) и 5,3 (СН=С).'
Из последующих фракций получили уваол и урсоловую кислоту.

180
В. П. Георгиевский
ВЫВОДЫ
Из травы Ledum palustre L, выделены р-ситостерин, тритерпенои-
ды — тараксерол, уваол, урсоловая кислота, кумарин — фраксетин,
флавоноиды — кверцетин, гиперозид, 3,7,3'-триметилкверцетин и новый
природный флавоноид, для которого предлагается структура 5,4'-диок-
си-З^З^б'-тетраметоксифлавона.
ЛИТЕРАТУРА
[1] Н. С. Михайлова, О. А. Коновалова, К. С. Рыбалко. Химия
природ, соедин., 127 (1978). [2] Н. Krug, W. О 1 е с h n о w i с z-S t ep i en. Dissert
pharmac. PAN, 17, N 2, S. 213 (1965). [3] T. J. M a b г у, К. R. Markham,
M. B. Thomas. The systematic identification of Flavonoids. Berlin—Heidelberg—
New York, p. 1—354 (1970). [4] G. V. A m a 1 i a, E. G. Rodrigues et al. Phytochem.,
v. II, p. 2821 (1972). [5] Y. Y. Chirkdjian, Pharmazie, B. 29, N 4, S. 292 (1974).
Всесоюзный научно-исследовательский Поступило
институт лекарственных растений ' 3. XII 1979 г.
; Москва
УДК 543.257.1+543.42:547.972
КИСЛОТНЫЕ СВОЙСТВА ФЛАВОНОИДНЫХ СОЕДИНЕНИЙ
И ВЫБОР РАСТВОРИТЕЛЯ ДЛЯ ПРОВЕДЕНИЯ
ПОТЕНЦИОМЕТРИЧЕСКОГО АНАЛИЗА
В. П. Георгиевский
Анализ доступной нам литературы показал, что, за исключением
кемпферола, кверцетина и морина, нет сведений о кислотности поли-
оксифлавоноидов и совершенно отсутствуют данные по гликозидам
этих классов соединений [1—5]. Величины рК определены спектрофото-
метрическим методом в спирто-водных растворах [1—4], значения рК
морина получены потенциометрическим методом [5].
Задача данной работы — исследование кислотных свойств
полифенолов в воде, метиловом спирте, ацетоне (ац), диметилформамиде
(ДМФА) и диметилсульфоксиде (ДМСО) с целью выбора
оптимального растворителя для проведения потенциометрического анализа.
Как и оксиантрахиноны [6], флавоноиды и их гликозиды в условиях
опыта являются кислотами различной силы и основности.
В результате расчета рКа (табл. 1) выведены следующие
зависимости между ргС и рК 3 для флавон-флавонолов:
рС -
рКДМФА
рКд«сс
0,31 РК^°
= 0,59 рК
= 1,87 рК
флаванонов:
рс=
2,80 рК^°
+ 11,00
аНз° + 6,40
н=° + 3,20
+ 10,20
рК?МФА = 1,90 рК^° + 5,40
pKfMCO = 2,10 рС°+5,70

Кислотные свойства флавоноидных соединений
181
халконов:
Га« _ А ПО „ТГН»0
рКаац = 0,93 рК^ + 5,50
гДМСО
Н,0
рКА-^ __ 0)7g pKn,u + 58Q
рКДМФА = А)59 рКН20+ 7]б0
Полученные уравнения позволяют сделать вывод о различной
дифференциации силы кислотности флавоноидов в исследуемых раствори-
Таблица 1
Соединение
рКа флавоноидов
Растворитель
вода
метиловый
спирт
ацетон
ДМФА
ДМСО
¦З-Оксифлавон
7,3-Диоксифлавон
7,5-Диоксифлавон (хризин)
7,4'-Диоксиизофлавон (дойдзеин)
7,5,4'-Триоксифлавон (апигенин)
8, 7,5-Триоксифлавон (норвогонин)
7,6,5-Триоксифлавон (байкалеин)
7,5,3'4'-Тетраоксифлавон (лютеолин)
7,5,3,4'-Тетраоксифлавон (кемпферол)
7,5,3,2',4'-Пентаоксифлавон (морин)
7,5,3,3',4'-Пентаоксифлавон (кверцетин)
5,3',4'-Триоксифлавоьн-7-0-глюкозид (лютеолин-
7-О-глюкозид)
6,5-Диоксифлавон-7-0-глюкуронид (байкалин)
7,5,3',4'-Тетраокси-3-0-галактозид (гиперин)
7,5,3'4'-Тетраокси-3-0-рутинозид (рутин)
7,4'-Диоксифлаванон (ликвиритигедан)
7,5,3',4'-Тетраоксифлаванонол (дигидроквер-
цетин)
7-Оксифлаванон-4'-0-глюкозид (ликвиритин)
2,4,4'-Триоксихалкон-6-0-глюкозид (изосали-
пурпозид)
2,4'-Диоксихалкон-4-0-глюкоапиофуранозяд
(ликуразид)
2,4,4'-Триоксихалкон (изоликвиритигенин)
7,5,4'-Триоксифлава нон (нарингенин)
Не^титр.
9,25
9,14
9,20
9,11
Не титр.
Не титр.
8,12
3,09
S.04
5,21
9,62
Не титр.
8,89
8,96
8,79
8,90
8.27
67
49
7,50
8,83
11,96
11,71
11,655
11.71
12,35
12 77
2,79
!1,32
9,30
9,26
9,18
12,245
13.29
10,70
10,34
13.08
10,72
11,68
11,66
12.30
10,40
11,12
15,40
13,60
15,70
13,54
13,75
15,86
13,84
15,89
13,42
12,92
13,02
14,57
13,46
13,10
14, Ы
14,41
15,53
16.99
14,36
15,19
13,20
14,63
13,15
14,52
14,02
15,74
14,12
16,45
12,59
12,90
15,06
14,34
16,It.
12,80
14,81
14,18
15,89
13,74
11,96
14,00
11,77
11,90
14,29
12,26
14,17
11,68
10,76
13,30
11,02
12,44
11,31
13,33
15,63
10,69
12,94
11,12
12,55
14,08
12,32
13,76
11,22
12,72
11,12
12,72
11,57
11
11
12,65
10,64
11,88
13,63
13,15
15,82
11,79
13,64
11,83
14,08
14,16
12,80
14,60
12,00
11,97
14.32
12,12
14,04
11,68
10,74
13,27
11,48
14,52
11,59
13,00
16.07
10,98
12,98
11,63
13,05
15,28
13,15
14,04
12,22
14,86
12,10
14,47
12,63
14,38
11,47
13,82
11,59
12 20
14,30
13,23
15,74
12,12
14,60
12,75
14.84
телях. Наибольшая дифференциация наблюдается в среде ацетона,
затем в ДМСО и ДМФА. Отметили незначительное различие в
величинах наклонов прямых в основных неводных растворителях. Однако раз-

182
В; П. Георгиевский
личие в величинах свободных членов уравнения позволяет отдать
предпочтение по дифференцирующему действию все же ДМСО.
Расчет показателей констант титрования (табл. 2) показал
улучшение условий титрования в органических растворителях по
сравнению с водой от 4,38—6,50 ед до 4,85—7,24 в диметилформамиде; 8,76—¦
10,51 в ацетоне и 20,07—22,3 в диметилсульфоксиде.
Положительным фактом при применении неводных растворителей
является возможность титрования флавоноидов с рКаа ^> 10 ед,
которые не могут быть оттитрованы в воде (3-оксифлавон, норвогонин,
байкалеин, байкалин).
Расчет величин рКт позволяет сделать вывод о возможности
раздельного определения флавоноидов по ступеням диссоциации при
условии наличия АрКт^1,12 в ацетоне; АрКт^1,5—1,75 в
диметилформамиде и диметилсульфоксиде.
В данном случае мы наблюдали улучшение условий раздельного
титрования слабых кислот не за счет увеличения ионного произведения
среды, а за счет влияния основного растворителя на подвижность
атомов водорода гидроксильной группы флавоноидов.
С целью объяснения различного поведения флавоноидов при
титровании был проведен расчет электронной структуры ряда флавоноидов
(табл. 3). Расчет электронной структуры выполнен совместно с
сотрудником Харьковского государственного университета канд. хим. наук
В. А. Стародуб методом Паризера—Парра—Поила в я-электронном
приближении по программе, описанной в работах [7, 8]. Поскольку рент-
геноструктурные данные, как и в случае антрахинонов, отсутствуют, то
при расчете брались усредненные длины связей и величины углов
между связями [9].
Для оценки силы кислотности каждого из гидроксилов
флавоноидов по аналогии с оксиантрахинонами взяты суммарные эффективные
заряды IZo6 I на атоме кислорода гидроксильной группы и несущем
эту группу атоме углерода [6]. Данное предположение было
подтверждено существованием линейной зависимости между рКа флавоноидов,
рассчитанных Н. А. Тюкавкиной с соавт. [1—3] в среде 50%-ного
этилового спирта, и величиной суммарного эффективного заряда,
рассчитанного нами.
Одновременно было установлено, что между рКа и Z^T0"
существует зависимость, свидетельствующая о том, что с возрастанием вели-
чин Zo6 увеличивается кислотность гидроксильных групп в
следующем ряду 8-ОН<6-ОН<3-ОН<4'-ОН<7-ОН. Исключение составляет
5-оксигруппа, где, по рассчетным данным, имеется максимальный
положительный заряд при минимальном рКа (см. табл. 3). Данная
группа не проявляет кислотных свойств в условиях опытов, о чем
свидетельствует отсутствие на кривых титрования хризина, апигенина
второго и третьего скачков потенциала.
Анализ литературных данных по константам диссоциации [1—3],
ИК-спектрометрии [10, 3] и фосфоресценции [11, 12] позволяет сделать
следующее заключение об аномальном поведении 5-оксигруппы.
Наличие максимального положительного заряда 5-оксигруппы у кислорода
и отрицательного — у кислорода карбонильной группы способствует,
как и в случае а-оксиантрахинонов, образованию внутримолекулярной
водородной связи. Но так как величины зарядов кислорода у карбони-
ла и 5-оксигрупп выше, чем у а-оксиантрахинонов, то образующаяся
водородная связь намного прочнее, чем у антрахинонов и практически

рКт флавоноидов
Таблица 2
Соединение
3-Оксифлавон
7,5-Диоксифлавон
7,3-Диоксифлавон
7,4'-Диоксиизофлавон (дайдзеии)
7,5,4'-Триоксифлавон (апигенин)
8,7,5-Триоксифлавон (нориогошш)
7,6,5-Триоксифлавон (байкалеин)
7,5,3'4'-Тетраоксифлавон (лютеолин)
7,5,3,4'-Тетраоксифлавон (кснпферол)
7,5,3,2'4'-Пентаоксифлавон (мории)
7,5,3,3',4'-Пентаоксифлавон (кверцетин)
5,3'4'-Триокси-7-0-глюкозид (лютеолин-7-О-глюкозид)
6,5-Диоксифлавон-7-0-глюкуронид (байкалин)
7,5,3'4'-Тетраоксифлавон-3-0-галактозид (гиперик)
7,5,3'4'-Тетраоксифлавон-3-0-рутинозид (рутин)
7,4'-Диоксифлаванон (ликвиритигении)
7,5,4'-Триоксифлаванон (нарингенин)
7-Оксифлаванон-4'-0-глюкозид (ликвиритин)
7.5,3'4'-Тетраоксифлаванол (дигидрокверцетин)
2,4,4'-Триоксихалкон (изоликвиритигении)
2,4'-Диоксихалкон-4-0-глюкозид
2,4,4'-Триоксиха чкон-6-О-глюкозид (изосалипурпозид)
Растворитель
вида
(РК,=14,0)
рКт
,
4,86
4.75
4,86
4.80
!е титр.
Не титр.
5,88
5,91
5,96
5.79
4,38
Не титр.
5 11
5,04
5,10
5,17
7.27
5,73
6,50
4 51
6,33
мотанол
(рК,=16,7)
рКт
4,74
5, С45
4,99
4,99
4,35
4.00
3,91
5 38
7,40
7,7 4
6,22
4,455
3,41
6,00
6,3 5
4,62
4,58
5,02
5,98
5.0
4,41
5,04
(
ркт
7,70
9,56
9,5
9 35
9,26
9,68
10,18
10,03
9,64
10,00
9,39
8,74
7,9!
9,90
9,95
9,08
8,92
10,51
8,98
10,30
8,76
10,20
ацетии
¦ К.-^23,1
p'V
2,10
2,11
2 05
1,55
1,45
1,27
1,12
1.43
1,37
1.72
1,71
2,33
1,99
1,81
2,16
)
1>1<т"
1,46
дпиетшформам,! д
(
рКт
4,26
6,23
6,01
6,10
5,74
6.32
7 2\
6 <8
6,69
7.31
6,88
5,68
4.24
6.78
6 88
6,13
6,17
7,36
6,78
6.21
4,85
6.12
)Кг==18,0)
рКт.
2.04
2,39
1,91
2 54
1,42
1.02
2,25
!,43
1.50
1,60
2,08
2.25
1,43
1.99
1,67
1,75
p'V'
2,3)
2,53
днмет.члсуль-
фоксид
(рК.==33,Г
ркт j рку
19.14
21,30
20 5
21,33
21,18
21,62
22 56
21.81
21,71
22,32
21 65
20,15
18,90
21 08
21,18
20,67
20,93
21,71
21,83
21,18
20,07
21,10
1.80
2.35
1.98
2,53
3,04
1,41
2,00
1,42
2,66
2,37
1,75
2,01
2,35
2,48
2,51
2,10
)
рКт»
3,07
2,23
со

184
В. П. Георгиевский
полностью исключает способность диссоциировать 5-оксигруппу в
условиях опытов. В пользу такого предположения свидетельствуют
данные по ИК-спектроскопии флавона и 5-оксифлавона [3], которые
указывают, что образование прочной внутримолекулярной связи между
С=0 и 5-оксигруппой приводит к искажению плоскостного
расположения пиронового фрагмента молекулы. Подтверждение своего
обоснования авторы видят в возникновении хелатного кольца, приводящего к
ликвидации смещения полосы валентных колебаний С=0 на 10—20 см-1
у 5-оксифлавона по сравнению с трансформой флавона. Кроме того, по
данным этой работы, а также наших исследований [11, 12], введение
Таблица 3
Суммарные эффективные заряды (Z0e) групп С=0 и С—ОН ряда
флавоноидов
Соединение
7-Оксифлавон
6-Оксифлавон
5-Оксифлавон
З-Оксифлавон
2'-Оксифлавон
З'-Оксифлавон
4'-Оксифлавон
7,5-Диоксифла-
вон
7,3-Диоксифла-
вон
7,5,3-Триокси-
флавон
7,6,5-Триоксиф-
лавон
7,3,4'-Триокси-
флавон
7,5,3', 4'-Тетра-
оксифлавон
7,5,3,4'-Тетра-
оксифлавон
zo6
с7 -он
+0,118
+0,123
+0,110
+0,120
+0,0775
+0,114
+0,117
+0,095
Cg -ОН
+0,089
+0 0475
с5 -он
+0,159
+0,166
+0.154
+ 1545
+.0.154
С3 -ОНсз'-ОН
+0.090
+0,088
+0,106
+0,075
+ 0,077
+0 053
+0,076
+0,101
С3'-ОН| С4--ОН
+ 0,092
+0,053
+0,107
+0,093
+0,0645
+0,1025
с4-=о
—0,165
—0,159
—0.387
—0,162
—0,160
—0,159
—0,162
—0,1935
—0,187
-0,1595
-0,140
—0,142
—0,159
—0,172
оксигруппы в пятое положение молекулы флавона не приводит к
изменениям в спектре фосфоресценции, хотя время жизни фосфоресценции
увеличивается. Этот факт, а также то, что метиловый эфир
5-оксифлавона, как и флавон, имеет полосу фосфоресценции в области 390—•
560 нм, подтверждают наличие сильной внутримолекулярной
водородной связи у 5-оксифлавона.
Если учитывать количество скачков потенциала на кривой
титрования кемпферола (два) и лютеолина (два) при равном количестве
гидроксилов (четыре), то следует отметить, что в случае титрования
кемпферола, нейтрализации в основных растворителях подвергаются
три гидроксила, а у лютеолина — только два. Различие в количестве

Кислотные свойства флавоноидных соединений
185
гидроксилов, подвергающихся нейтрализации в указанных соединениях,
становится объяснимым при сопоставлении величин Zo6~
Исходя из величин суммарных эффективных зарядов, первым у
обоих флавоноидов должен нейтрализоваться гидроксил 7. Наличие
двух скачкОв потенциала на кривой лютеолина свидетельствует о том,
что AZo6 = Z^~0H — Z^~on = 0,0525 при разности в показателях
констант относительной кислотности 1,42 создаст условия для
нейтрализации вслед за седьмым 4' — гидроксила. Суммарный эффективный
заряд на С3, — ОН недостаточно велик для того, чтобы атом
водорода был замещен катионом титранта.
Различие в величинах зарядов у 7 и 4'-гидроксилов кемпферола
(при рКт — 1,03 ед) недостаточно, чтобы раститровать 7 и 4'-гидрокси-
лы, в связи с чем оба гидроксила нейтрализуются первым скачком
потенциала суммарно. Второй скачок при титровании кемпферола должен
соответствовать нейтрализации гидроксила у третьего углеродного
атома. Этот факт еще раз подтверждает взаимное влияние
заместителей, сказывающееся на перераспределении величин зарядов, что
приводит к изменению кислотности гидроксилов. Так, например, величина
заряда Z об;~ у монооксифлавона равна +0,1182, у 7,5-диоксифлавона
+ 0,1228, у 7,3-диокси +0,1090. Увеличение заряда у 7,5-диоксифлавона
еще раз свидетельствует об аномальном поведении 5-оксигруппы в
молекуле, что может служить косвенным доказательством образования
водородной связи между 5-окси и карбонильной группой молекулы
флавоноида.
Рассчитанные нами величины показателей констант титрования
(рКт) для 22 исследуемых флавоноидов в пяти растворителях
свидетельствуют о том, что условия титрования улучшаются при переходе
от воды в следующем ряду органических растворителей: метиловый
спирт <диметилформамид< ацетон <диметилсульц,..ксид.
Установленные зависимости между рКа в неводных растворителях
и воде позволяют проводить расчет показателей констант
относительной кислотности при наличии значения рКа в одном из исследуемых
растворителей.
ЭКСПЕРИМЕНТАЛЬНАЯ ЧАСТЬ
Исследование проводили на автоматическом потенциометре
«Радиометр» (Дания). Электродная система: стеклянный —
каломельный. Титранты: стандартный 0,01 н. бензол-метанольный раствор (4:1)
гидроокиси тетраэтиламмония и 0,01 н. метанольный раствор
гидроокиси натрия. Применяли разбавленные растворы веществ (0,02 н.),
температура опыта 20±1°. Чистоту исследуемых соединений
контролировали хроматографически в системах растворителей бензол —
метиловый спирт (8:2); бензол — метиловый спирт — ацетон (8:2:10);
бензол — уксусная кислота (5:2). Сорбент — силикагель КСК 113].
Реактив проявления — 0,5 н. раствор щелочи в этиловом спирте.
Величины рКа в исследуемых растворителях рассчитывали по
модифицированной формуле Гендерсона i[13]
где рКст = рКа бензойной кислоты в исследуемом растворителе;
?1/2ст —потенциал бензойной кислоты в точке полунейтрализации;
EV2x — потенциал испытуемого вещества в точке
полунейтрализации.

186
Г. Г. Занесенная и др.
ВЫВОДЫ
1. Определены показатели констант относительной кислотности
(рКа) 22 флавоноидов в воде, метиловом спирте, ацетоне, диметил-
формамиде и диметилсульфоксиде.
2. Выведены линейные уравнения зависимости между рКа11'0 и рКа
в ацетоне, диметилформамиде и диметилсульфоксиде.
3. Рассчитаны показатели констант титрования (рКт),
позволившие установить, что улучшение условий титрования флавоноидов
происходит при переходе от воды в следующем ряду органических
растворителей: метиловый спирт<ДМФА<ацетон<ДМСО.
ЛИТЕРАТУРА
[1] Н. А. Тюкавкина, Н. Н. П о г о д а е в а, В. И. Л у ц к и й. Химия природ.,
соедин., 24 (1970. [2] Н. А. Т ю к а в к и и а, Н. Н. П о г о д а е в а. Химия природ,
соедин., 11 (1971). [3] Н. А. Тюкавкина, Н. Н. П о г о д а е в а. Химия природ,
соедин., 176 (1972). [4] А. Б. Бланк,, И. И. Миренская. Ж. общ. химии, 27,
№ 11, 1883 (1972). [5] Е. Н. Невская, В. А. Н а з а р е н к о. Ж. общ. химии, 27,
№ 9, 1669 (1972). [6] В. П. Георгиевский. Химия природ, соедин., 303. (1979).
[7] А. В. Лузанов, В. Э. У м а н с к и й. Оптика и спектроскопия, 40, М., 201 (1976).
[8] В. Э. У м а н с к и й, А. В. Лузанов. В сб. «Вычислительная математика и
вычислительная техника». Харьков, вып. 5, 10 (1974). [9] А. Гордон, Р. Форд.
Спутник химика. М., 541 (1976). [101 И П. Ковалев, Е. В. Титов. Ж- общ.
химии, 33, № 5, 1670 (1963). [И] В. П. Георгиевский, А. И. Р ы б а ч е н к о.
Укр. хим. ж., 41, Лг» 3, 289 (1975). [12] В. П. Георгиевский, А. И. Р ы б а ч е н-
к о. Ж. прикл. химии, 22, № 4, 763. [13] В. П. Георгиевский, Н. А. Казари-
н о в, М. О. К а р р ы е в. Физико-химические методы анализа биологически активных:
веществ растительного происхождения. Ашхабад (1976).
Харьковский научно-исследовательский Поступило
химико-фармацевтический институт 7. I 1980 г.
УДК 547.972-
О-АЦИЛИРОВАННЫЕ ФЛАВОНОИДНЫЕ ГЛИКОЗИДЫ ХВОИ
PICEA OBOVATA
П. 3"- И 6"-ИЗОМЕРЫ /г-КУМАРОИЛ-АСТРАГАЛИНА
Г. Г. Занесенная, С. 3. Иванова, В. И. Шейченко,
Н. А. Тюкавкина, С. А. Медведева
Ранее мы сообщали о выделении из хвои ели сибирской Picea obo-
vata L e d e b. диацилированного гликозида — 3"-0-л-кумароил-6"-0-
ферулоил-астрагалина [1]. Дальнейшее изучение флавоноидных
компонентов хвои привело к выделению еще двух моноацилированных глико-
зидов, строение которых описано в данной работе.
Оба соединения (I и II), по данным гидролитического расщепления
и спектров ПМР (рис. 1 и 2), содержат в своем составе кемпферол,
глюкозу и д-кумаровую кислоту, в ИК-спектрах — полосу поглощения
сложноэфирной карбонильной группы (1696 и 1688 см-1
соответственно). Мягкое омыление, контролируемое ТСХ (а), в случае соединения
II приводит к /г-кумаровой кислоте и астрагалину (кемпферол-3-О-р-Д-
глюкопиранозиду, III). При гидролизе I в этих условиях отмечено
образование д-кумаровой кислоты и двух флавоноидных соединений с
Rt 0,25 (III) и 0,42 (IV), которые были разделены на колонке. Соеди-

Флавоноидные гликозиды хвои
187
нение III идентифицировали с астрагалином, соединение IV оказалось
тождественным соединению II.
Ацильная миграция (превращение I в II) и отщепление ацильного
остатка (превращение I в III) наблюдались также и в условиях
кислотного гидролиза I: кроме исходного вещества (Rf 0,55) и кемпферола
(Rf 0,8), было отмечено появление небольших количеств веществ с Rf
0,42 и 0,25. Соединение II гидролизуется легче I и при его гидролизе
таких явлений не замечено.
Получение III при щелочном гидролизе отвечает на воп*рос о месте
присоединения глюкозы в I и II, тогда как их УФ-спектры не позволя-
Рис. 1. Спектры ПМР и INDOR 3"-0-п-кумароил-зстрагалина в дейтроацетоие.
ют сделать определенных выводов — мешает широкая полоса при
315 нм. Ацетилирование I и II приводит к разным по свойствам гепта-
ацетатам, в ПМР-спектрах. которых .имеются сигналы трех спиртовых
ацетоксигрупп, следовательно в обоих соединениях остаток я-кумаровой
кислоты присоединен к углеводной части молекулы.
Спектры ПМР I и II (см. рис. 2), снятые в дейтеропиридине,
практически идентичны в области резонанса ароматических протонов, где
имеются сигналы, отнесенные к кемпферолу и грамс-п-кумаровой
кислоте. Однако значительно отличаются спектры углеводных
фрагментов. Сигнал аномерного протона в обоих случаях образует дублет с
J=8 Гц, что свидетельствует о р-конфигурации гликозиднои связи
D-глюкопиранозы. В спектре соединения II в слабом поле отсутствуют
сигналы гем-ацильных метановых протонов, что говорит о возможном
присоединении остатка n-кумаровой кислоты к СН2ОН-группе
глюкозы, протоны которой, действительно, образуют мультиплет при 4,8 м. д.
Таким образом, соединение II имеет строение кемпферол-3-0-р-1)-(6"-
0-п-кумароил)-глюкоииранозида. В литературе описаны два вещества
с такой структурой — тилирозид [2] и трибулозид [3],— отличающиеся
по физико-химическим данным. Температура плавления выделенного
нами соединения II и его ацетата соответствуют тилирозиду.
v

188 Г. Г. Запесочная и др.
В спектре соединения I, измеренном в дейтеропиридине, в слабом
поле имеется сигнал в виде триплета (6,0 м. д., J1 = J2=9 Гц), что
можно объяснить ацилированием 3"-ОН или 4"-ОН группы D-глюкопи-
ранозы в конформации С1. Однозначный выбор был сделан с помощью
метода INDOR, который с успехом применялся нами ранее для
установления строения 3"-0-л-кумароил-изокверцитрина [4]. Спектр INDOR,
измеренный в дейтероацетоне (см. рис. 1) на линии (1) дублета
(5,37 м. д., Ji,2 = 8 Гц) и линии (5) триплета (5,18 м. д., EJ=18 Гц), дает
Рис. 2. Спектр ПМР 6"-0-п-кумароил-астрагалина в дейтеропиридине.
одинаковые сигналы в одном и том же месте, что позволяет отнести их
к протону Н-2" (3,70 м. д., Ji,2 = 8 Гц, т2,з=Ю Гц). В спектре INDOR,
полученном на слабопольной линии (6) квартета Н-2", сигналы
появлялись над линиями дублета (б 5,37) и триплета (б 5,18). Таким
образом установлено, что триплет относится к протону Н-3", т. е. ацильныи
остаток присоединен к 3"-ОН-группе глюкозы и соединение I является
ранее не описанным кемпферол-3-0-р-?>-(3"-0-л-кумароил)-глюкопира-
нозидом. Структура его приведена на рис. 1.
ЭКСПЕРИМЕНТАЛЬНАЯ ЧАСТЬ
Общие данные см в работе [1]. Хроматографический контроль
осуществляли ТСХ (силуфол) в системах: 1) хлороформ—метанол (4:1),
2) хлороформ — метанол (9:1), 3) бензол — ацетон (3: 1), 4) толуол—
этилформиат — муравьиная кислота (5:4:1), 5) бензол — метанол
(4:1) и БХ в системе бутанол — пиридин — вода (6:4:3)
(нисходящая).
Выделение. При хроматографировании эфирного извлечения мета-
нольного экстракта хвои ели сибирской [1] на полиамиде в системе
хлороформ — метанол (9:1) и на силикагеле в системе бензол — ацетон
(4:1) выделили три соединения: 200 мг I (Rf 0,55; ТСХ, сист. 1), 120 мг
II (Rf 0,42) и ПО мг соединения (Rf 0,65), свойства которого описаны в
работе [1].

Флавоноидные гликозиды хвои
189!
3"-0-я-Кумароил-астрагалин (I). Темно-желтое аморфное
вещество, растворимое в ацетоне, метаноле, пиридине, т. пл. 179—182°, состав
СзоН2б°1з-Н20' Но ~ 59,7°(с0,84; метанол); Rf 0,55 ТСХ (сист. 1),
0,3 ТСХ (сист. 4), 0,3 ТСХ (сист. 5); vc0 1696, 1660 см-1; СТ270- 318 нм-
ПМР-спектр (см. рис. 1) в (CD3)2CO (м. д.): 12,35 (с, 5-ОН), 8,14
(д, 9 Гц, Н-2',6'), 7,65 (д, 16 Гц, Н-р), 7,55 (д, 9 Гц, Н-2'",6'"), 7,0 (д,
9 Гц, Н-3',5'), 6,9 (д, 9 Гц, Н-3'",5'"), 6,5 (д, 2 Гц, Н-8), 6,38 (д, 16 Гц,
Н-а), 6,28 (д, 2 Гц, Н-6), 5,37 (д, 8 Гц, Н-1"), 5,18 (т, 9 и 9 Гц, Н-3"),
4,0—3,3 (5Н глюкозы).
ПМР-спектр в C5D5N (м. д.): 8,4 (д, 9 Гц, Н-2',6'), 7,8 (д, 16 Гц,
Н-р), 7,4 (д, 9 Гц, Н-2'",6'"), 7,2—7,0 (м, Н-З'^'.З'"^'"), 6,6 (с, Н-6,8),
6.5 (д, 16 Гц, Н-а), 6,3 (д, 8 Гц, Н-1"), 6,0 (т, Н-3"), 4,5—3,9 (5Н
глюкозы).
Гептаацетат I. Аморфное вещество, т. пл. 122—125°, Rf 0,5 ТСХ
(сист. 3), vco 1770 пл, 1760, 1725 пл, 1632 см-1. ПМР-спектр в CDCU
(м. д.): 8,1 (д, 9 Гц, Н-2',6'), 7,72 (д, 16 Гц, Н-р), 7,58 (д, 9 Гц,
Н-2'",6'"), 7,34—7,12 (Н-3',5',3'",5"/,8), 6,86 (д, 2 Гц, Н-6), 6,3 (д, 16 Гц,
Н-а), 5,7—5,0 (Н-1",2",3",4"), 4,1—3,7 (Н-5",2Н-6''); 2,40 (с, ЗН), 2,26
(с, 6Н), 2,23 (с, ЗН), 2,02 (с, ЗН), 1,88 (с, ЗН), 1,85 (с, ЗН).
6"-0-я-Кумароил-астрагалин (И). Кристаллы желтого цвета,
растворимы в метаноле, пиридине, не растворимы в ацетоне. Т. пл. 259—261°,
СзоН2б°13' Ид-70° (с 0,8; метанол); Rf 0,42 ТСХ (сист. 1), 0,22 ТСХ
(сист. 4), 0,25 ТСХ (сист. 5); vco 1688, 1660 см"1; >Л°Н 268, 320 нм.
ПМР-спектр (см. рис. 2) в C5D5N (м. д.): 8,3 (д, 9 Гц, Н-2',6'),
7.7 (д, 16 Гц, Н-р), 7,4 (д, 9 Гц, Н-2"',6'"), 7,1 (д, 9 Гц, Н-3',5'), 7,0 (д,
9 Гц, Н-3'",5'"), 6,5 (с, Н-6,8), 6,3 (д, 16 Гц, Н-а), 6,0 (д, 8 Гц, Н-1"),
4.8 (м, 2Н-6"), 4,3—3,9 (4Н глюкозы).
Гептаацетат П. Бесцветные кристаллы, т. пл. 180—182°, Rf 0,4 ТСХ'
(сист. 3), vco 1775, 1743, 1725, 1630 см-1. ПМР-спектр в CDC13 (м. д.):
8.06 (д, 9 Гц, Н-2', 6'), 7,58 (д, 16 Гц, Н-р), 7,56 (д, 9 Гц, Н-2'", 6'"), 7,3-
7,1 (Н-3',5',3'",5'",8), 6,8 (д, 2 Гц, Н-6), 6,3 (д, 16 Гц, Н-а), 5,6—5,0
(Н-1",2",3",4"), 4,2—3,8 (Н-5",2Н-6"), 2,38 (с, ЗН), 2,2 (с, 6Н), 2,12
(с, ЗН), 2,05 (с, ЗН), 1,90 (с, 6Н).
Кислотный гидролиз. 7—10 мг соединения I или II нагревали с
5 мл 10% -ной НС1 2—3 ч на кипящей водяной бане. Ход реакции
контролировали ТСХ (сист. 1). Гидролиз соединения I идет труднее, чем II,
и в ходе его отмечено появление веществ, совпадающих по величине Rf
с соединением II и с астрагалином (III), но затем они полностью
исчезли и для обоих соединений идентифицировали одинаковые продукты: в
выпавшем осадке обнаружили кемпферол (ТСХ, УФ- и масс-спектры),
а в упаренном гидролизате — глюкозу (БХ и ТСХ) и n-кумаровую
кислоту (ТСХ, масс-спектр).
Щелочной гидролиз. 20 мг соединения I (или II) нагревали с 3 мл
0,5%-ной NaOH в течение 20 мин (1 ч) при 50—60°. Ход реакции
контролировали ТСХ (сист. 1). При гидролизе II получили одно соединение
III с Rf 0,25, при гидролизе I отметили образование двух флавоноид-
ных соединений с Rf 0,25 (III) и 0,42 (IV), которые разделили после
нейтрализации хроматографией на полиамиде в системе вода —
метанол. При составе смеси 90: 10 элюировали я-кумаровую кислоту,
которую идентифицировали ТСХ (сист. 2), смесью 85:15 элюировали
соединение III, смесью 60:40 — 4 мг соединения IV.
Кемпферол-3-0-р-/)-глюкопиранозид (III). Т. пл. 191—193°, УФ- и
ПМР-спектры идентичны спектрам достоверного образца астрагалина.

190 О: А. Денисова и др.
Соединение IV. Т. пл. 250—256е. По хроматографическому
поведению и спектральным данным идентично соединению П.
Ацетилирование, Смесь 15 мг I или II, 0,3 мг пиридина и 1 мл
уксусного ангидрида оставляли на 48 ч при 20° (контроль — ТСХ, сист. 3).
-При добавлении ледяной воды выпадал осадок, который промывали
водой и перекристаллизовывали из спирта (ацетат II). Ацетат I хро-
матографировали на силикагеле в системе бензол — ацетон, 4:1, после
отгонки растворителей и растирания в петролейном . эфире получили
¦белый аморфный порошок.
выводы
Из хвои ели сибирской выделены два изомера л-кумароил-астрага-
лина, для которых установлено строение 5,7,4'-триоксифлавон-3-0-р-/5-
(3"-0-я-кумароил) -глюкопиранозида и 5,7,4'-триоксифлавон-3-0-р-.0-
!(6"-0-я-кумароил)-глюкопиранозида. Первое соединение в литературе
'не описано, второе по константам соответствует тилирозиду.
ЛИТЕРАТУРА
[1] Г. Г. Запесочная, С. 3. Иванова, В. И. Шейченко, Н. А. Т
гака в к и на, С. А. Медведева Химия природ, соедин., 570 (1978). [2] W. M. Chari,
М. Jordan, H. Wagner. Planta medica. 34, 93 (1978). [3] S. Р. В hut an i,
S. S. Clubber, T. R. S e s h a d г i. Phytochem., 8, № 1, 299 (1969). [4] С. З.
Иванова, Г. Г. Запесочная, В. И. Шейченко, С. А. Медведева, Н. А. Т
гожа вки на. Химия природ, соедин. 196 (1978).
Всесоюзный научно-исследовательский институт Поступили
лекарственных растений 18. I 1980 г.
Москва
'Иркутский институт органической химии
Сибирского отделения
АН СССР
I Московский медицинский институт
им. И. М. Сеченова
УДК 547.972
КСАНТОНЫ ИЗ КОРНЕЙ SWERTIA IBERICA
О. А. Денисова, В. И. Глызин, А. В. Патудин, Д. А. Фесенко
Растения рода Swertia (Gentianaceae) представляют интерес как
богатый природный источник ксантоновых соединений. Химическое
изучение ксантонов в растениях этого рода начато сравнительно
недавно [1]. Возросший интерес к ксантонам объясняется их
фармакологической активностью (стимулирующее действие на ЦНС [2], кардиото-
нический [3] и туберкулостатический [4, 5] эффект), а также тем, что
качественный состав и количественное содержание ксантонов являются
важным хемотаксономическим признаком [6]. В плане изучения
отечественных видов рода Swertia нами было предпринято фитохимическое
исследование Swertia iberica (сверция грузинская) F. Fisch. et'Mey,
произрастающей на территории Грузинской ССР.
При исследовании метанольного экстракта из корней сверции
грузинской мы выделили шесть индивидуальных веществ, относящихся к
группе ксантонов (I—VI), два из которых — IV и V — являются
новыми и для них установлено строение.

Ксантоны из корней Swertia iberica
191
Соединение I по составу (С15Н12О6), температуре плавления (186—
188°) и данным УФ-, ИК-, ПМР-спектроскопии соответствует 1,8-диок-
си-3,7-диметоксиксантону, который был описан ранее под названием
сверциаперенин [7] и метилсверцианин [8].
Соединение II состава С^НнОб, т. пл. 156—158°, по данным
спектроскопии, имеет строение 1-окси-3,7,8-триметоксиксантона и идентично
лекуссатину (7].
Соединение III состава СиНюОб, т. пл. 223—226°, по данным
спектроскопии, имеет строение 1,7,8-триокси-З-метоксиксантона и идентично
гентиакохианину [7] (сверцианину [8]).
Соединение VI состава Ci3H806, т. пл. 310°, по данным
спектроскопии, имеет строение 1,3,7,8-тетраоксиксантона и соответствует норсвер-
цианину [8].
r -^-^-О-^^зЧ, I. Rf.0H,R2=R3=0CH3,R4=H
пЧ A JJ JLSJLr n.R1^jrR3-DCH3fRfH
п1^У^^^п2 ra.R = 0CH3,R2=R3=OH,R4=H
ОН О- R3 IV..R1=R3=0H,R2=0CH3)R4=H
Tr.R=R4=0HtRf RfOCH3
yi.RfR^ftgsOH.R^H
Соединения IV и V новые, не описанные ранее в литературе. Мы
назвали их изогенциакохианином и сверциаиберином соответственно.
Изогенциакохианин (IV) с т. пл. 235—238° имеет тот же состав
OiHioGg, молекулярный вес М 274 и тот же порядок замещения, что и
: ентиакохианин (III) и отличается от него положением метоксильной
группы.
В УФ-спектре изогенциакохианина отмечаются характерные для
ксантоновой структуры четыре максимума поглощения Яша^ 238, 256,
275 пл, 337, 385 нм, в присутствии хлористого алюминия наблюдается
батохромныи сдвиг коротковолнового максимума, что свидетельствует о
наличии одной или двух свободных оксигрупп в а-положении к карбони-
лу. В присутствии ацетата натрия в отличие от гентиакохианина
наблюдается батохромныи сдвиг длинноволнового максимума в области 337 нм
с возрастанием его интенсивности, что характерно для незамещенной
оксигруппы в положении 3 [9] (табл. 1).
В ПМР-спектре соединения IV присутствуют четыре однопротонных
дублета при 6,58; 6,69 (3=2,5 Гц, Н-2, Н-4), 6,92; 7,50 м. д. (J=10 Гц,
Н-5,6), а также сигнал метоксильной группы, синглет 4,14 м. д. В ПМР-
спектре ацетата соединения IV есть три сигнала ацетильных групп, лри-
•"'Зм синглеты 2,43 и 2,42 м. д. свидетельствуют о наличии двух ацетиль-
мх заместителей в а-положении к карбонилу. Ацетильный заместитель
ь третьем положении проявляется в виде синглета, расположенного в
более сильном поле — 2,33 м. д. [10]. Правильность отнесения сигналов
ацетильных заместителей была проверена на модельном соединении —
тетраацетильном производном 1,3,6,7-тетраоксиксантона, полученном
нами для этих целей при гидролизе мангиферина и имеющем в своем
ПМР-спектре в области ацетильных производных три синглета: при
2.31 м. д. — ацетильная группа в положении 3, при 2,34 м. д. — две
ацетильных группы в положениях 6, 7 и при 2,47 м. д. — ацетильная группа
в положении 1.
Исходя из спектральных данных, можно заключить, что изогентиа-
кохианин является изомером гентиакохианина, у которого метоксильная
4-68

192
О. А. Денисова и др.
группа находится в положении 7. Он имеет строение 1,3,8-триокси-7-ме-
токсиксантона.
Сверциаиберин (V) имеет состав С15Н12О7, т. пл. 231—234°, М+ 304.
Согласно ПМР-спектру, в молекуле соединения V имеются пять замести-
Таблица 1
Данные УФ-спектроскопии ксантонов из сверции грузинской (нм)
Соединение
ИЗ
о
1X3
и
-г
2
О
~
о
<t
OS
и
<
<1
«
У5
<I
++
<
Z
0
0
и
s
о
+
-3
я
2
о
о *
ОО
хГч,
OI
++
Сверциаперенин
1,8(ОН)2 3,7
(ОСН3)2 ксантон
Декуссатнн
1 (ОН) 3,7,8
(ОСЬ'з)з ксантон
Гентиакохианин
1.7.8 (ОН)3
3 (ОСН3) ксантон
Изогентиакохианин
1,3,8(ОН)3
7 (ОСН3) ксантон
Сверциаиберин
1.2,3(ОН)3
7,8(ОСН3) ксантон
Норсверцианин
1,3,7,8(ОН)4
1,3,6,7(ОН)4
239 с
264 в
315 пл
331 с
386 н
240 с
262 в
315 с
380 н
241 с
270 в
322 пл
332 в
395 н
238 н
256 с
275 пл
337 с
385 н
238 с
271 в
332 с
400 н
239 с
268 в
321 пл
331 в
390 н
240 н
257 в
270 пл
315 с
369 с
243 в
273 н
—
342 н
412 н
241 с
262 в
317 с
385 н
252 н
276 в
—¦
333 н
418 н
235 с
246 пл
273 в
363 в
—
272 н
—
—
266 н
345 с
—
270 с
290 пл
—
390 в
+4
+9
+ П
+26
+ 1
0
4-2
+5
+ П
+6
+ 1
+ 23
—3
+ 17
+26
+ 1
—2
+ 14
+ 13
+21
241 н
278 в
332 н
368 н
417 н
238 с
276 в
333 в
430 н
240 н
283 в
345 пл
368 в
465 н
265 н
289 в
337 н
376 н
238 с
304 в
362 с
520 н
246 с
278 в
344 пл
362 в
470 н
235 в
270 в
288 пл
359 с
427 в
+2
+ 14
+37
+31
—2
4-14
+ 18
-159
—1
+ 13
+36
+ 70
+ 17
+ 33
0
—9
0
+ 33
4-30
+ 120
+7
+ 10
+31
+ 80
-5
+ 13
+ 44
! 58
240 н
278 в
330 н
369 н
418 н
.
—
333 в
418 н
242 н
274 в
330 пл
365 н
455 н
—
—
329 н
372 с
240 в
291 в
350 с
490 н
242 с
276 в
363 в
448 н
232 в
266 в
282 пл
343 в
415 с
-'-1 239 н
-14 264 в
320 пл
+ 38 330 с
32 389 н
242 с
262 в
318 в
+381380 н
+ 1
+4
+33
-60 39.
240 с
268 в
320 пл
329 с
—8
—13
+ 2
+20
+ 18
+90
4-3
+8
4-32
+58
+9
f28
о н
234 н
248 пл
275 с
364 в
295 с
356 н
489 н
269 в
355 в
266 с
340 н
46 400 в
0
0
—1
+3
4-2
6
+3
0
т— CN СО О
1 1 1
-4
+ 19
+27
+24
+24
+89
+ 1
+24
+9
+25
+31
264 в
320 пл
330 с
389 н
262 в
318 в
380 н
273
320 пл
329 с
410 н
—
—
346 с
285 с
345 н
425 н
272 в
330 в
405 н
261
322 н
374 с
418 пл
О
о
—1
+3
о
+ 3
о
+ 14
+ 13
+25
+4
—1
+ 15
+7
+ 5
Примечание: в—высокая, с-
поглощения, пл—плечо.
-средняя, н—низкая интенсивность максимума
телей, так как в ароматической части спектра наблюдаются два одно-
протонных дублета при 7,64 и 7,81 м. д. (J=10 Гц), характерные для
протонов в положениях 5 и 6 (кольцо В), а в кольце А имеется один
незамещенный протон, проявляющийся в виде синглета при 6,82 м. д.,
смещение сигнала в более сильное поле объясняется наличием замести-

Таблица 2
Данные ПМР-спектроскопии ксантонов из саерции грузинской
Соединение
Сверциаперенин
Ацетат сверциаперенина
Декуссатин
Ацетат декуссатина
Гентиакохианин
Ацетат гентиакохианина
Изогентиакохианин
Ацетат изогентнакохианина
Сверциаиберин
I[орсверцианин
1,3,6,7-Тетраоксиксантон
Ацетат 1,3,6,7-тетраоксиксан-
тпна
Величина химического сдвига, S ы. д. (0—ТМС)
1
Oil
2.42 с
он
2.50с
ОН
2,42с
ОН
2.42с
ОН
ОН
ОН
2,47с
2
6,46 д
Л=2,5Гц
6,80д
J=2,5r4
6,58д
J=2,5r4
6,58д
Л=2,5Гц
ОН
6.24д
Л=2.5Гц
6 26д
J=2,5rU
3 | 4
ОСНз
ОСН3
ОСН3
ОН
ОН
он
он
2,31с
6,52д
Л=2,5Гц
6,93д
Л=2,5Гц
6.63д'
Л=2,5Гц
6,70д
Л=2,5Гц
6,82д
6,38д
Л=2,5Гц
6,49д
J=2,5r4
5,6
7,00д
7,46д
j=:oru
7,66д
7.94д
J=10ru
7,01д
7.49д
J=- 10Гц
6,02д
7.49д
Л = 10Гц
7,64д
7.8|д
Л-=ЮГц
6,91д
7.31д
J= ЮГц
6,96с
7
ОСН3
ОСН3
ОН
2,33с
ОСНз
ОСН3
ОН
ОН
2,34с
8 -ОСН3
ОН •
2,42 с
ОСН3
ОН
2,42с
ОН
2,43с
ОСн3
ОН
7,48с
3,98с; 4.03с
4,12с; 4,45с
3,99с
4,14с
4,10с; 4,36с
Растворитель
ГФК
ТФК
ТФК
ci:ci3
ТФК
СНСЛз
ТФК
СИС13
ТФК
ДМСО
ДМСО
СНС13
П римечание: с—синглет, д—дублет, ТФК—трифторуксусная кислота.

194 О. А. Денисова и др.
телей в положениях 1, 2, 3 [11]. Два из пяти заместителей являются
метоксильными группами (синглеты 4,1 и 4,36 м. д.), причем смещение
одного из сигналов в более слабое поле свидетельствует о наличии
соответствующей метоксигруппы в положении 1 или 8. В кольце А в
положении 3 имеется гидроксильная группа, на что указывает батохромный
сдвиг в области 332 нм в присутствии ацетата натрия. О наличии гидро-
ксильной группы в положении 1 свидетельствует батохромный сдвиг
коротковолнового максимума в присутствии хлористого алюминия.
Появление батохромного сдвига в присутствии ацетата натрия и борной
кислоты (ортодиоксигруппировка), а также положительная реакция Бар-
геллини [12] показывают, что в положении 2 находится третья
гидроксильная группа. Таким образом, все три гидроксильные группы в
молекуле сверциаиберина расположены вицинально в кольце А.
Сверциаиберин имеет строение 1,2,3-триокси-7,8-диметоксиксантона.
ЭКСПЕРИМЕНТАЛЬНАЯ ЧАСТЬ
<,
УФ-спектры снимали на приборе Specord UV-VIS, ИК-спектры —
на спектрометре UR-20 (в вазелиновом масле), ПМР-спектры — на
спектрометре Varian HA-100D, масс-спектры — на масс-спектрометре
СН-8. Температуры плавления определяли на блоке Кофлера. Данные
элементного анализа всех соединений отвечают вычисленным.
Выделение ксантонов. 3,0 кг измельченных корней сверции
грузинской трижды экстрагировали шестью литрами метанола.
Объединенные извлечения упаривали до сиропа и обрабатывали пятью литрами
ацетона; выпавший аморфный осадок отделяли, ацетоновый маточник
упаривали, смешивали с 250 г силикагеля, высушивали и разделяли
на колонке (силикагель «Л» 100/400 ц,). Элюировали петролейным
эфиром (1—10 фракции), смесью петролейного эфира с хлороформом
•в соотношениях 3:1 (11 —16 фракции), 2:1 (17—21 фракции), 1:1
(22—27 фракции), хлороформом (28—33 фракции), смесью
хлороформа с метанолом в возрастающей концентрации. Объем каждой
фракции около 200 мл.
Из 7—10 фракций получили вещество I (сверциаперенин), из
12—14 — вещество II (декуссатин), из 20—26 фракций после
повторного разделения на колонке (полиамид Woelm, элюент петролейный
эфир — хлороформ в возрастающей концентрации) получили вещество
III (гентиакохианин) и IV (изогентиакохианин), из 27—28 фракций
после дополнительного разделения на полиамиде получили вещество V
(сверциаиберин), из 28—33 фракций многократной
перекристаллизацией из хлороформно-метанольной смеси (1:1) — вещество VI (нор-
сверцианин).
Ацетилирование веществ I—VI. Около 0,05 г вещества (I—VI)
растворяли в 0,5 мл пиридина, добавляли 1,0 мл уксусного ангидрида и
через 24 ч выливали в холодную воду при непрерывном
перемешивании. Осадок ацетильных производных I—VI отфильтровывали,
многократно промывали водой и высушивали.
Получение 1,3,6,7-тетраоксиксантона. К 0,1 г мангиферина (2-C-p-D-
глюкопиранозил-1,3,6,7-тетраоксиксантона) добавляли 0,6 г фенола.
К этой смеси осторожно при охлаждении приливали 1,0 мл свежепере-
гнанной йодистоводородной кислоты (й 1,7) и нагревали в токе
-аргона с обратным холодильником на масляной бане в течение 7 ч при
130° [13]. К охлажденной смеси добавляли 10 мл воды, наносили на
колонку с полиамидом и после многократного промывания водой
элюировали 1,3,6,7-тетраоксиксантон метанолом. Продукт перекристаллизовы-

Моно- и сесквитерпеноиды живиц
195
вали из смеси метанол — вода (1 : 1). Выход чистого агликона составил
43% от теоретического. Полученное соединение ацетилировали
описанным выше способом.
ВЫВОДЫ
Из корней Swertia iberica выделено шесть ксантоновых соединений,
четыре из них были описаньгранее: сверциаперенин, декуссатин, гентиа-
кохианин, норсверцианин, а два являются новыми — изогентиакохиа-
нин и сверциаиберин.
Для изогентиакохианина предложена структура 1,3,8-триокси-7-ме-
токсиксантона, а для сверциаиберина — 1,2,3-триокси-7,8-диметокси-
ксантона.
ЛИТЕРАТУРА
[1] I. Carpenter, H. D. Locksley, F. Scheinmann. Phytochemistry,,
8, 2013 (1969). [2] S. К. Bhattacharia, S. Ghosal et a 1. J. Pharm. Sci., 61,
(11) 1838 (1972). [3] R. A. Finegan et a 1. J. Pharm. Sci., 57, 1039 (1968). [4]
M. Komatsu, T. Tomimori. Japan. 72, 16, 676 (ser. 2, v. 3601) (CI В Old, A 61k,
С 07d). [5] M. Komatsu, T. Tomimori," N. M i k u r i у a. Japan, 71, 27, 558
(ser. 2, v. 3288) (CI В Old, A. 61k, C07d). [6] С. М. A. Da Mata Kezende,
O. R. Gottlieb. Biochemical Systematics, /, 111 (1973). [7] J. Massicot et a 1.
. Phytochemistry, 8 (8), 1533 (1969). [8] M. Komatsu, T. Tomimori, N. M i k u-
riya. Chem. Pharm. Bull., 17 (1), 155 (1969). [9] M. E. Перельсон,
Ю. H. HI e й н к е р, А. А. Савина. Спектры и строение кумаринов, хромонов и
ксантонов. М., 45 (1975). [10] В. Jackson et a 1. J. Chem. Soc, 2579 (1968). [11]
D. Barr ас lough et al. J. Chem. Soc, (B), 603 (1970). [12] G. Bargellini.
Gazz. Chim. Ital., 49, 47 (1919) [13] V. Narayanan, T. R. S e s h a d r i. Ind.
J. Chem., 9 (1), 14 (1971).
Всесоюзный научно-исследовательский институт Поступило
лекарственных растений 9. X. 1979 г.
Москва
УДК 668.445:547.596/599:547.913.2*
МОНО- И СЕСКВИТЕРПЕНОИДЫ ЖИВИЦ
ABIES SACHALINENSIS, A. MAYRIANA И A. GRACILIS
Т. Ф. Титова, В. А. Хан, В. И. Большакова, Л. И. Деменкова,
Ж- В. Дубовенко, В. А. Пентегова
Исследование химического состава живиц пихт сахалинской (Abies
sachalinensis Fr. S ch m i d t), Майра (Abies mayriana Miyabeet
Kudo) и грациозной (Abies gracilis Кот.) является частью
систематического изучения живиц хвойных пород Сибири и Дальнего Востока.
Ранее были опубликованы данные по исследованию составов
монотерпеновых углеводородов и смоляных кислот живиц пихт
сахалинской и Майра [1]. В настоящей работе приведены результаты
исследования моно- и сесквитерпеноидов живицы пихты грациозной и данные-
по дальнейшему изучению живиц пихт сахалинской и Майра.
Состав монотерпеновых углеводородов пихты грациозной был
определен методом газожидкостной хроматографии (ГЖХ) и. оказался
сходным с составами скипидаров ранее изученных видов пихт.
Основными компонентами являются р-фелландрен (46,5%) и а-, р-пинены;
в монотерпеновой фракции исследуемой живицы их суммарное
содержание ~50%. Кроме них, в живице пихты грациозной
идентифицированы камфен, мирцен, лимонен, фенхен, у"теРпинен> терпинолен и.
я-цимол. Близость состава монотерпеновых углеводородов изученных,
живиц говорит в пользу гипотезы о том, что пихта грациозная пред-

196
Т. Ф. Титова и др.
ставляет собой изолированную популяцию пихты сахалинской [2],
хотя сезонные и географические вариации монотерпеновых
углеводородов для пихт могут быть значительными [3].
Из фракций сесквитерпеновых углеводородов хроматографией
выделен и идентифицирован по спектральным характеристиками ряд
соединений. Кроме того, некоторые компоненты были идентифицированы
методом ГЖХ по относительным временам удерживания и с
использованием добавок.
В живице пихты грациозной найдены следующие сесквитерпеновые
углеводороды: лонгифолен, лонгициклен, сс-лонгипинен, р-бизаболен,
а-иланген, а-копаен, а- и у-муролены, б-кадинен, сибирен, кариофиллен,
а- и р-селинены, а-гумулен, у-элемен и аг-куркумен. В живицах пихт
сахалинской и Майра обнаружены все вышеперечисленные
компоненты, кроме р-селинена, а также циклосативен, -у-кадинен и е-муролеы.
Основными компонентами сесквитерпеновой фракции всех трех
живиц являются лонгифолен и р-бизаболен. Содержание лонгифолена
во фракции сесквитерпеновых углеводородов живицы пихты грациозной
достигает 29%, в аналогичных фракциях пихт.сахалинской и Майра —
20%- Столько же в живицах двух последних видов р-бизаболена, в
живице пихты грациозной — 18,7%. Составы сесквитерпеновых
углеводородов живиц пихт сахалинской и Майра близки между собой.
Живица пихты грациозной отличается от них повышенным содержанием
смеси а-илангена — а-копаена (13%), и а-, р-селиненов (8%), и
практическим отсутствием у_муролена (в0 фракциях сесквитерпенов живиц
пихт сахалинской и Майра — 8%, а а-илангена, а-копаена и а-селине-
на — следовые количества).
По составу сесквитерпенов все исследуемые виды пихт близки к
группе пихты бальзамической (Abies balsamea (L) Mill.) [4], биогенез
сесквитерпеновых соединений которой характеризуется малым вкладом
1,10-циклизации гранс-1{ыс-фарнезилпирофосфата. Основными
направлениями гипотетической схемы биогенеза сесквитерпенов в исследуемых
живицах являются 1,11-циклизация гранс-^ыс-фарнезилпирофосфата
(лонгифолен, лонгициклен, а-лонгипинен) и 1,6-циклизация транс-цис-
фарнезилпирофосфата (р-бизаболен, аг-куркумен). Изученная ранее
живица пихты сибирской (Abies sibirica Ledeb.) [5] сильно
отличается от исследуемых видов. В ней доминировали продукты 1,11-циклиза-
ции г/шнс-гранс-фарнезилпирофосфата — а-гумулен (41%) и
кариофиллен (28%). Примерно такое же суммарное содержание этих
компонентов (71%) найдено Смедманом в сесквитерпеновых углеводородах
Abies bracteata D. Don.) [4].
Из фракций моно- и сесквитерпеновых кислородсодержащих
соединений живиц исследуемых видов выделены и идентифицированы бор-
неол, а-терпинеол, терпинеол-4, борнилацетат и а-терпенилацетат. Кроме
перечисленных соединений, в живице пихты грациозной найдены неро-
лидол, гераниол, р-эвдесмол, бизаболол и сабиненгидрат, в живицах
пихт сахалинской и Майра — метиловый эфир тимола, бизаболол, ли-
налоол, гераниол и сабиненгидрат.
Следует отметить большую разницу в составах сесквитерпеновых
спиртов. Если в живицах сахалинских видов бизаболол является
основным компонентом нейтральных кислородсодержащих соединений, то в
живице пихты грациозной доминирует неролидол, а бизаболол найден
лишь в следовых количествах. Возможно это связано с длительным
хранением образцов живиц пихт сахалинской и Майра, в результате
чего лабильные сесквитерпеновые спирты могли претерпевать пое-
вращения.

Mono- и сесквитерпеноиды окивиц 197
ЭКСПЕРИМЕНТАЛЬНАЯ ЧАСТЬ
ИК-спектры сняты на приборе UR-20. Спектры ПМР записаны в
ССЦ на приборе Varian A-56/60, внутренний стандарт ГМДС,
химический сдвиг которого принят б 0,05 м. д. Масс-спектры сняты на приборе
MS 902 со стеклянной системой напуска (120°), 70 эВ.
Аналитическая ГЖХ сесквитерпеновых углеводородов проводилась
на приборе «Хром-4», колонка 50 мХ0,2 мм, Твин-60, скорость
газа-носителя Не 7 мл/мин, температура колонки 120—180°/2° в минуту;
колонка 50 мХ0,2 мм, Апиезон L, скорость газа-носителя Не — 5 мл/мин,
температура колонки 110—190°/2° в минуту; на приборе «РУЕ-105»,
колонка 5 мХб мм, неподвижная фаза — Твнн-60 — 10% на целите
С-22 (45/60 меш), температура колонки — 125—18071° в минуту;
скорость газа-носителя — 150 мл/мин.
Препаративная ГЖХ сесквитерпенов проводилась на приборе
«РУЕ-105», в зависимости от исследуемой фракции условия несколько
варьировались. Живица пихты сахалинской была собрана в Поронай-
ском районе, пихты Майра — в Корсаковском районе Сахалинской
области в 1974 г., пихты грациозной — в 1978 г. в пихтовой роще Кро-
ноцкого заповедника.
Отделение смоляных кислот. Живицы пихт сахалинской и Майра
(по 3 кг) растворяли в 6 л диэтилового эфира, обрабатывали 30 л 1 %
NaOH, нейтральную часть экстрагировали 2 л диэтилового эфира.
Полимерные продукты высаживали добавлением 2 л петролеиного эфира
на каждый литр эфирного экстракта. Осадок отфильтровали,
растворитель из фильтрата упарили, полученную смесь растворили в 6 л
петролеиного эфира. Нерастворимый остаток отфильтровали и присоединили
к выделенному ранее осадку, фильтрат упарили в вакууме.
Из живицы пихты сахалинской получили 750 г (25%) полимерных
продуктов и 558 (18,6%) нейтральных соединений, растворимых в пет-
ролейном эфире; из живицы пихты Майра — 750 (25%) и 582 г (19,4%)
соответственно., Живицу пихты грациозной (2,17 кг) обработали 20 л
1 % NaOH при энергичном перемешивании, смесь отстаивали до
полного расслоения. Верхний слой — нейтральные вещества частично
закристаллизовались. Кристаллы (200 г) — цис-абкепол (ИК, ПМР)
отделили, отжали на фильтре и перекристаллизовали из петролеиного.
эфира, т. пл. 41—42э. Растворитель из фильтрата отогнали, получили
¦594 г (27,4%) нейтральных соединений (процентное содержание дано
без учета выделенного цис-абиенола).
Выделение углеводородов. Фракции нейтральных соединений хро-
матографировали на А1203, (нейтр., акт. I—II ст.) при соотношении
вещества и сорбента 1:10. Петролейным эфиром элюировали
углеводороды, этиловым спиртом — кислородсодержащие соединения. Из
живицы пихты сахалинской выделено 232 г (7,7 %) углеводородов я 244 г
(8,1%) кислородсодержащих соединений, из живицы пихты Майра 243
(8,1%) и 216 г (7,2%), из живицы пихты грациозной — 284 (13%) и
224 г (10,3%) соответственно.
Ректификация углеводородов. Углеводородные фракции подвергли
вакуумной разгонке на монотерпены (т. кип. 70—110°/20 мм рт. ст.),
сесквитерпены (т. кип. 80—140°/2 мм рт. ст.) и дитерпеновые
соединения (кубовый остаток). Из углеводородной фракции живицы пихты
сахалинской получили 174 г (5,8%) монотерпенов, 14,8 г (0,5%)
сесквитерпеновых углеводородов, пихты Майра— 172 (5,7%) и 13 г (0,4/о),
пихты грациозной — 229 (10,5%), 17,5 г (0,9%) соответственно*.
* Все процентные содержания даны от веса исходной живицы. Далее
приводятся процентные содержания во фракциях.

198
Т. Ф. Титова и др.
Анализ монотерпенов. ГЖХ монотерпенов провели в условиях [1J.
По относительным временам удерживания во фракции монотерпенов
живицы пихты грациозной идентифицировали а-пинен, (28 0±0 9%)
камфен (0,3±0,1%), р-пинен (22,2±1,6%), мирцен (0,8±0,1%),
лимонен (1,8±0,2%), р-фелландрен (46,5±1,6%) и следы фенхена, у-терпи-
нена, терпинолена и я-цимола.
Идентификация сесквитерпеновых углеводородов. Фракцию сескви-
терпеновых углеводородов живицы пихты грациозной (15 г) хромато-
графировали на Si02, импрегнированном 20% AgN03 (100 г).
Градиентным элюированием (петролейный эфир — диэтиловый эфир) получили
семь фракций: А (4,2 г), Б (2,1 г), В (2,19 г), Г (0,41 г), Д (0,6 г),
Е (0,41 г) и Ж (0,6 г). Препаративной ГЖХ фракции А получили смесь
а-илангена и а-копаена (ИК-, ПМР), cc-муролен (ПМР), лонгифолен
(ПМР). Колоночной хроматографией фракции Б (1,5 г) на Si02 (50 г)
петролейным эфиром элюировали смесь а-лонгипинена и лонгифолена
(0,04 г, ПМР), смесь лонгифолена, сибирена и а-илангена (0,03 г, ПМР),
а-селинен (0,15 г, ИК, ПМР), аг-куркумен (0,5 г, ИК, ПМР), и не-
идентифицированное соединение (0,12 г). ИК-спектр: 893, 1375, 1450,
1645, 3085 см-1; масс-спектр: 204 (М+), 161, 147, 134, 133, 121, 120, 119
(100%); спектр ПМР: 0,86 (дублет, J=7 Гц, ЗН), 1,64 (уширен., ЗН),
1,70 (уширен., ЗН), 4,56 (1Н), 4,75 (1Н) и 5,27 м. д. (уширен., 1Н).
Фракция В состояла в основном из р-бизаболена, который был
очищен от примесей препаративной ГЖХ. Во фракции Г найдены
р-селинен и р-бизаболен (ИК, ПМР). Фракция Д, по данным ИК и
ПМР спектроскопии, является смесью кариофиллена, а-гумулена и
р-селинена. Фракции Е и Ж состояли из окисленных малополярных
соединений (ИК, ГЖХ) и в дальнейшем не исследовались.
Аналитической ГЖХ фракции сесквитерпенов живицы пихты
грациозной по относительным временам удерживания идентифицировали
у-элемен, б-кадинен, у-муролен.
Из фракции сесквитерпеновых углеводородов пихты сахалинской
(8 г) хроматографией в аналогичных условиях выделили и
идентифицировали по ИК и ПМР лонгифолен (0,78 г), р-бизаболен (0,71 г),
а-гумулен (0,11 г), а-муролен (0,14 г), у-муролен (0,07 г), кариофил-
лен (0,04 г), лонгициклен (0,03 г), а-лонгипинен (0,04 г), аг-куркумен
(0,06 г). По относительным временам удерживания (ГЖХ) в этой
фракции идентифицировали а-селинен, у-элемен, б-, у-кадинены, сиби-
рен, е-муролен, а-иланген и а-копаен.
Из фракции сесквитерпеновых углеводородов живицы пихты Май-
ра препаративной; ГЖХ выделили лонгифолен (ИК, ПМР), а-муролен
(ПМР), р-бизаболен (ИК, ПМР) и а-лонгипинен (ИК); остальные
компоненты идентифицированы по относительным временам
удерживания (ГЖХ).
Идентификация кислородсодержащих моно- и сесквитерпеноидов.
Фракцию окисленных моно- и сесквитерпеноидов живицы пихты
грациозной (6,5 г) хроматографировали на Si02 (140 г), градиентным
элюированием выделили фракции I—VII. Фракция I (0,25 г) представляла
собой смесь борнилацетата и а-терпенилацетата (ПМР), фракция II
(0,13 г) —- смесь борнилацетата, а-терпенилацетата и бизаболола
(ПМР, ТСХ).
Фракцию III (1,71 г) разделили колоночной хроматографией на
Si02 (50 г), импрегнированном 10% AgN03. Петролейным эфиром с
добавкой 20% диэтилового эфира элюировали терпинеол-4 (0,04 г,
ПМР), смесью петролейный — диэтиловый эфир (1:1) элюировали
г^с-абиенол (0,15 г, ПМР), неролидол (0,46 г, ИК, ПМР, [а]™ + 5,2:
(в чистом виде).

Новый сесквитерпеновый спирт из живицы Picea ajanensis
199
Из фракции IV (0,15 г) хроматографией на Si02 (7,2 г), импрег-
нированном 10% AgN03, выделили р-эвдесмол (0,02 г, ИК). Фракция
V — борнеол (0,1 г), т. пл. ПО—ИГ, [а]" — 38,3° (с 3,91; СНС13);
фракция VI (0,25 г) — а-терпинеол (ТСХ, ПМР); фракция VII (0,18 г) —
сабиненгидрат (ИК, ПМР).
Фракции кислородсодержащих моно- и сесквитерпеноидов живиц
пихт сахалинской и Майра обрабатывали аналогичным образом. Из них
выделили и идентифициров али по ИК и ПМР бизаболол, метиловый
эфир тимола, борнилацетат, а-терпенилацетат, терпинеол-4,
а-терпинеол и борнеол. Аналитической ГЖХ с использованием метода добавок
в этих фракциях идентифицировали гераниол, линалоол и
сабиненгидрат.
ВЫВОДЫ
1. Изучен состав моно- и сесквитерпеноидов живиц Abies sachali-
nensis Fr. Schmidt, A. mayriana Miyabeet Kudo и A. gracilis Kom.
2. По составу сесквитерпеиовых углеводородов все три вида
можно отнести к группе пихты бальзамической, характеризующейся малым
содержанием соединений кадалинового ряда.
ЛИТЕРАТУРА
[1] Э. Н. Ш м и д т, Ж- В. Д у б о в е н к о, Ю. Г. Т а г и л ь ц е в, В. А. П е н-
т его в а. Химия природ, соедин., 118 (1977). [2] Е. Г. Бобров. Лесообразующие
хвойные СССР. М. (1978). [3] Е. Z a v a r i п, К. S n a j b e r k. Phytochemistry, Л,
1408 (1972). [4] L. A. Smedman, К. Snajberk, E. Zavarin, T. R. Моп.
Phytochemistry, 5, 1471 (1969). [5] М. А. Чиркова, В. А. Пентегова. Изв. СО
АН СССР, сер. хим. наук, 125 (1962).
Новосибирский институт органической химии Поступило
Сибирского отделения 16. I 1980 г.
АН СССР
УДК 547.593.2:668.445
58,88-ГЕРМАКРА-1Е,6Е-ДИЕН-5-ОЛ ИЗ ЖИВИЦЫ
PICEA AJANENSIS
И ЕГО БИОМИМЕТИЧЕСКИЕ ЦИКЛИЗАЦИИ
В. А. Ралдугин, В. Л. Саленко, Н. С. Гамов, Т. Ф. Титова,
В. А. Хан, В. А. Пентегова
Живица ели аянской Picea ajanensis F i s с h. богата терпеноидами
различных структурных типов [1, 2] и отличается от других живиц из
растений сем. Pinaceae наличием тетрациклических дитерпеноидов
филлокладановой группы.
Продолжая исследование указанной живицы и избегая при этом
жестких методов выделения (высокотемпературной разгонки,
хроматографии на активированных сорбентах), мы выделили из ее
нейтральной части новый компонент (выход 4%), в виде бесцветного масла с
Яд 1,4961 и [<х]д— 177° (с 12,7). Согласно ИК-спектру, в молекуле
этого соединения имеется третичная оксигруппа (3610 см-1) [3] и
тракс-дизамещенная двойная связь (980 см-1). В масс-спектре высокого
разрешения пик ионов с наибольшей массой соответствует ионам
состава Ci5H24, которые можно интерпретировать как (М—Н20)+. Данные
элементного анализа соответствуют формуле С15Н26О. Таким образом,
выделенное соединение является третичным сесквитерпеновый спиртом.

200
В, А. Ралдугин и др.
Из спектра ЯМР (рисунок) видно, что в молекуле исследуемого
соединения имеется изопропильная группа, находящаяся у
асимметрического центра (два дублета при 0,72 и 0,76 м. д., J=no 6,5 Гц;
отнесение проверено записью спектра на приборе с рабочей частотой 100 МГц),
третичная метальная группа, геминальная к оксигруппе (синглет при
1,11 м. д.), метильная группа при двойной связи (уширенный синглет
при 1,47 м. д.), протон при трехзамещенной двойной связи (дублет
jX
'V
\~J V
м.д.
Спектр ЯМР 5S, 8Э-гермакра-1Е, 6Е-диен-5-ола (60 МГц), о —
фрагмент того же спектра, записанного с добавкрй дипивалоилметаната
европия (III) (100 МГц).
мультиплетов при 4,87 м. д., J=ll Гц) и два протона при тракс-дизаме-
щенной двойной связи (сигналы при 5,12 и 5,20 м. д.). При добавлении
в ампулу ЯМР трис-дипивалоилметаната европия сигналы этих двух
протонов смещаются в более слабое поле (рисунок, а) и дают
типичную картину АВ-части АВХ-системы, в которой Jax = 0 Гц, Jbx=10 Гц
и JAB=15 Гц. Таким образом, в молекуле исследуемого соединения
имеется
)агмент
С—СН = СН—СН-
включающии транс-дизаме-
щенную двойную связь.
Отсутствие максимумов поглощения в области 210—300 нм УФ-
спектра свидетельствует о том, что двойные связи в молекуле
выделенного спирта не сопряжены.
На основании полученных данных можно заключить, что
выделенное вещество является моноциклическим спиртом с двумя двойными
связями. Учитывая биогенетические соображения [3], для него можно
предположить вероятную формулу I, отвечающую всем полученным
спектральным и аналитическим данным. Соединения с таким (герма-
крановым) углеродным скелетом, как известно [4], склонны к трансан-
нулярным циклизациям под действием электрофильных реагентов.
Учитывая это, мы изучили продукты, образующиеся при обработке спирта
I разбавленной муравьиной кислотой в смеси диэтилового эфира и гек-
сана (1:2) при комнатной температуре.
Сумма продуктов реакции состояла, согласно ТСХ, из смеси
углеводородов, формиатов, двух спиртов и исходного соединения.
Разделяли ее на воздушно-сухом силикагеле и по результатам хроматографии
определяли выходы соединений. Основной фракцией продуктов реакции
оказалась смесь изомерных формиатов (выход — 52% на
прореагировавший спирт I). При ТСХ она давала одно однородное пятно, однако
в ее спектре ЯМР наблюдались два сигнала, отвечающие формиатным

Новый сесквитерпеновый спирт из живицы Picea ajanensis 201
протонам — при 7,87 и 7,90 м. д. с соотношением интегральных интен-
сивностей 9: 1. В ИК-спектре этой фракции имеются полосы
поглощения при 1730 и 1200 см-1, отвечающие формиатной группе [5].
При восстановлении формиатов алюмогидридом лития в диэтило-
вом эфире получили смесь двух спиртов, различимых по ТСХ и
тождественных спиртам, содержащимся в исходной реакционной смеси.
В обеих частях эти спирты находятся в одинаковом соотношении (9 : 1).
После разделения на силикагеле эти спирты идентифицированы как
а-кадинол (II) (основной компонент) и Т-кадинол (III).
Углеводородная фракция состоит из у- и б-кадиненов (IV и V соответственно),
находящихся в соотношении 1 : 3 и идентифицированных по спектральным
данным после хроматографического разделения.
Образование полученных соединений находится в согласии с
формулой (I) для исходного вещества и свидетельствует о его IE, 8S-koh-
фигурации, а высокая стереоспецифичность реакции циклизации
позволяет предполагать, что оно реагирует в конформации А,
обеспечивающей стереохимию продуктов.
Отщепление гидроксильной группы под действием муравьиной
кислоты протекает, по-видимому, согласованно с я-участием С6- и Сгдвой-
ных связей спирта I, приводя к иону Б, нейтрализация которого
анионами из среды (НО-, НСОО^) дает кислородсодержащие продукты
реакции. Отщепление протона от иона Б должно приводить к кадине-
нам. Как и ожидается из этой схемы, а-кадинол и его формиат
образуются в качестве главных продуктов реакции, поскольку атака аниона на
катион Б стерически более благоприятна с а-стороны.
Если процесс циклизации спирта I и не является полностью
согласованным, то стереоспецифичность его протекания можно также
объяснить образованием на первой стадии реакции «серповидного» [6]
катиона В, стереохимия которого благоприятна для дальнейшего я-уча-
стия Срдвойной связи.
В использованных условиях степень превращения спирта I за 24 ч
составила 80%. Можно было предполагать, что реагирующая конфор-
мация А является наиболее подходящей, но не единственно возможной
устойчивой конформацией молекулы субстрата. Так,
внутримолекулярным вращением фрагмента молекулы I, содержащего Ci-двойную
связь, можно получить конформацию Г, отличающуюся от
конформации А антипараллельной ориентацией фрагментов Q?)—Н и Qi)—СН3.
Ее стереохимия также благоприятна для циклизации как
согласованной, так и через серповидный катион. Действительно, используя более
полярную среду (заменив гексан на диэтиловый эфир), мы наблюдаем
полное превращение исходного соединения уже за 1,5 ч с образованием
аналогичной смеси продуктов, в которой, помимо выделенных ранее
соединений, присутствовали Т-муролол ((VI) и его формиат.
Соотношение Т-кадинола, Т-муролола и а-кадинола в этом случае составило
(по результатам хроматографии) 1 : 0,7 :2 соответственно, в таком же
соотношении находятся и их формиаты.
Таким образом, соединение I может реагировать в конформации Г,
образуя муролановые производные. Возможно, что замена гексана на
диэтиловый эфир способствует повышению доли конформации Г в
равновесном соотношении и тем самым делает заметным количество
продуктов, образующихся из молекул с этой конформацией.
Интересно отметить, что а-кадинол, Т-кадинол и Т-муролол ранее
были выделены из исследуемой живицы [2]. В этой связи проведенные
нами реакции можно рассматривать как имитацию последней стадии
биосинтеза этих сесквитерпеноидов, найденных в ряде других
растений [7].

202
В. А. Ралдугин и др.
Независимые данные, свидетельствующие о структуре I для
выделенного спирта, получены при его фотоциклизации. Было обнаружено,
что при облучении ацетонового раствора спирта I светом ртутной лампы
высокого давления исходное вещество практически нацело
превращается за 4 ч в продукт, идентифицированный по константам и
спектральным данным какбурбонол (VII). Подобная реакция описана для
близкого по строению соединения — гермакрена D (VIII), образующего в
аналогичных условиях углеводород р-бурбонен (IX) [8].
Бурбонол ранее был получен как промежуточное вещество в
синтезе а- и р-бурбоненов, являющихся компонентами эфирных масел [9].
Проведенная нами фотоциклизация — второй пример образования
бурбонанового углеродного скелета из гермакранового, но в нашем
случае, однако, обе двойные связи, участвующие в циклизации,
несопряженные. Возможно, что такая циклизация может протекать и в
растениях под действием солнечного света, приводя к
кислородсодержащим бурбонановым производным.
Таким образом, на основании полученных результатов для
выделенного спирта предлагается структура 5S, 85-гермакра-1Е, 6Е-диен-
5-ола (X).

Новый сесквитерпеновый спирт из живицы Picea ajanensis 203
ЭКСПЕРИМЕНТАЛЬНАЯ ЧАСТЬ
Температуры плавления определили на столике Кофлера, углы
оптического вращения измерили для растворов в хлороформе на
поляриметре марки Zeiss. Спектры ЯМР (б-шкала, ГМДС) записали на
приборах Varian A56/60 и Varian НА-100. ИК-спектры сняли для
растворов в четыреххлористом углероде на приборе UR-20, масс-спектр —
на приборе MS-902.
Для хроматографии использовали воздушно-сухой силикагель с
размером зерен 0,140—0,315 мм и силикагель с 5% нитрата серебра,
активированный при 120°. В качестве элюента во всех случаях
использовали петролейный эфир с возрастающим количеством (от 0 до 20%)
диэтилового эфира.
Живицу ели аянской собрали в 1978 г. в Камчатской области.
Выделение ее нейтральной части проводили по методике, приведенной в
работе [1].
Спирт I (X). Нейтральную часть живицы (7,45 г) хроматографиро-
вали на 250 г силикагеля. Петролейным эфиром элюировали 3,4 г
(42%) углеводородов, петролейным эфиром с 3% диэтилового эфира—•
0,94 г (12,7%) смеси метиловых эфиров, альдегидов и оксидов (ИК- и
ЯМР-спектры), петролейным эфиром с 5% диэтилового эфира — 0,44 г
(6%) спирта I состава Ci5H260 с Лд 1,4961 и [а\% - 177° (с 12,7).'
Спектр ЯМР — см. рисунок.
В масс-спектре спирта I ион с наибольшей массой соответствует
продукту дегидратации (гп/е 204, 1888, вычислено для С15Н24 —
204, 1877).
Взаимодействие спирта I с муравьиной кислотой, а) Раствор 0,58 г
спирта I в 10 мл диэтилового эфира перемешивали при комнатной
температуре в течение 1,5 ч с 20 мл верхней фазы, образующейся при
смешении 10 мл 85%-ной муравьиной кислоты, 10 мл воды и 20 мл
диэтилового эфира. Реакционную смесь разбавили водой,
экстрагировали диэтиловым эфиром. Эфирный экстракт промыли раствором
бикарбоната натрия, высушили сульфатом натрия и упарили.
Хроматографией остатка на 40 г силикагеля последовательно получили 0,22 г
смеси б- и Y-кадиненов, 0,11 г смеси формиатов Т- и а-кадинолов и
Т-муролола, 0,04 г Т-кадинола с т. пл. 60—63°, [a]D 0° (с 2,60), лит.
данные [2]: т. пл. 59—64°, [a\D -\- 0,6°. Далее элюировали 0,01 г смеси
Т-кадинола и Т-муролола (~1:1), 0,03 г Т-муролола
(идентифицирован по ИК- и ЯМР-спектрам, совпавшим с таковыми для заведомого
образца) и 0,05 г а-кадинола с т. пл. 73—74° (из гексана), \a]D — 41,4°
(с 6,03), n-нитробензоат, т. пл. 138—139° (из смеси гексан — диэтило-
вый эфир), лит. данные [10]: т. пл. 72—73°, [аЬ —41,6°, п-нитробензоат,
т. пл. 139°.
б) Раствор 0,80 г спирта I в смеси 20 мл гексана и 10 мл
диэтилового эфира перемешивали в течение 24 ч с 15 мл верхней фазы,
образующейся при смешении 10 мл 85%-ной муравьиной кислоты, 10 мл
воды и 20 мл диэтилового эфира. После обработки, аналогичной
описанной выше, и хроматографии на силикагеле получили 0,11 г смеси
б- и \-кадиненов, 0,25 г смеси формиатов а- и Т-кадинола, 0,14 г
исходного спирта I, 0,02 г Т-кадинола и 0,17 г а-кадинола.
б- и ^-кадинены. Смеси этих углеводородов разделяли на
силикагеле с 5% нитрата серебра при соотношении вещества и адсорбента 1:100.
Петролейным эфиром с 0,5% диэтилового эфира элюировали б-кадинен
с п21 1,5070 и [a]J + 88° (с 2,04) , лит. данные [11]: п2° 1,5090 и

204
В. А. Ралдугин и др.
]а\о + 89 . Петролейным эфиром с 2% диэтилового эфира
элюировали 7-кадинен с /z^°l,5080 и [а.]2° + 133,5° (с 1,5), лит. данные [И]:
nD 1,5074 и [а]^ 4- 147. Эти углеводороды идентифицировали
сравнением их ИК- и ЯМР-спектров с таковыми для заведомых образцов.
Соотношение 8- и ^-кадиненов для описанных выше вариантов
реакции составило 3:1 и 5:1 соответственно.
Формиаты кадинолов. Смесь формиатов Т- и а-кадинолов,
полученная в опыте б), представляет собой бесцветное масло с [а]^—52°
(с 10,08), данные элементного анализа которого соответствуют брутто-
формуле С16Н2б02. К раствору 0,22 г этой смеси в 10 мл абсолютного
диэтилового эфира добавили 0,10 г алюмогидрида лития. После
перемешивания в течение 10 мин смесь разбавили влажным диэтиловым
эфиром и водой. Эфирный раствор продуктов реакции отделили,
отфильтровали, высушили сульфатом натрия и отогнали растворитель.
Продукт хроматографировали на 15 г силикагеля. Петролейным
эфиром с 15% диэтилового эфира элюировали 0,02 г Т-кадинола и 0,18 г
сс-кадинола. Аналогично восстановили и разделили смесь формиатов,,
полученную в опыте а).
Бурбонол (VII). Спирт I (0,17 г) в 65 мл ацетона облучали в
атмосфере аргона в кювете из стекла Пирекс светом ртутной лампы
высокого давления (ДРШ-500) в течение 4 ч. Ацетон удалили отгонкой в
вакууме, а продукт, содержавший по ТСХ лишь следы исходного
соединения, очищали хроматографией на 30 г силикагеля. Получили 0,14 г
бурбонола (VII) с т. пл. 69—70° и [а]д + 5,4° (с 3,72), лит. данные [9а]:
т. пл. 70°. Спектр ЯМР (в дейтерохлороформе, 60 МГц) соответствует
литературному [96]. В нем сигналы метилов изопропильной группы
представляют собой мультиплет, а в спектре, записанном на приборе с
рабочей частотой 100 МГц, эти сигналы имеют вид двух перекрывающихся
дублетов при 0,79 и 0,85 м. д., J = no 6 Гц.
ВЫВОДЫ
1. Из живицы ели аянской выделен новый сесквитерпеновый спирт,
для которого предложена структура 5S, 83-гермакра-1Е, 6Е-диен-5-ола.
2. При взаимодействии 5S, 85-гермакра-1Е, 6Е-диен-5-ола с
муравьиной кислотой образуются продукты трансаннулярной циклизации —
у- и б-кадинены, Т- и а-кадинолы, Т-муролол и их формиаты.
3. Фотолиз 5S, 83-гермакра-1Е, 6Е-диен-5-ола в ацетоне приводит к
продукту фотоциклизации — бурбонолу.
ЛИТЕРАТУРА
[1] Э. Н. Шмидт, В. Бенешова, М. А. Чиркова, В. А. Пентегова.
Изв. Сиб. отд. Акад. наук СССР, вып. 5, № 12, 116 (1969). [2] В. А. Бабкин,
Ж. В. Д у б о в е н к о, В. А. Пентегова. Изв. Сиб. отд. Акад. наук СССР, сер.
хим. наук, вып. 1, № 2, 168 (1970). [3] L. Ruzicka. Experientia, 9, 357 (1953). [4]
Е. D. Brown, J. К. Sutherland. Chem. Commun., 1060 (1968); M. N i v a,
M. Iguchi. S. Yam am ur a. Tetrahedron. Lett., 4043 (1978). [5] L. J. В el lam v.
The infrared spectra of complex molecules, Third edition, vol. 1, London, 215 (1975).
[6] J. A. Marshall. Synthesis, 517 (1972). [7] Y. S. Cheng, Y. H. Kuo, Y. T. Lin.
Chem. Commun., 565 (1967); О. М о 11, V. S у k о r a, V. Herout, E. Sorm. Chem.
Listy, 52, 316 (1958). [8] K. Yo s h i h a r a, Y. О h t a, T. S a k a i, Y. H i г о s e.
Tetrahedron Lett. 2263 (1969). [9] a). R. V1 a h о v, M. Holub, I. Ognjanov, V. He-
rout. Coll., 32, 808 (1967). b). J. D. White, D. N. Gupta. J. Am. Chem. Soc, 90,

Гликозилирование терпеноидов даммаранового ряда 205
6171 (1968). [10] В. А. Бабкин. Автореф. канд. дисс, Новосибирск (1973). [11]
J. Р 1 i v а, М. N о г a k, V. Her out, E. S о г m. The Terpene, Sammling der spectren
und Physicalischen Konstanten, Teil 1, Berlin, S53, S54 (1960).
Новосибирский институт органической химии
Сибирского отделения
АН СССР
Поступило
25. I 1980 г.
УДК 547.918 + 547.922 + 581.192
ГЛИКОЗИЛИРОВАНИЕ ТРИТЕРПЕНОИДОВ
ДАММАРАНОВОГО РЯДА
I. 25-О-р-О-ГЛЮКОПИРАНОЗИД
20(S), 24(1*)-ЭПОКСИ-ДАММАРАН-За,12р\25-ТРИОЛА
Л. Н. Атопкина, Н. И. Уварова
Многие тритерпеновые гликозиды обладают высокой биологической
активностью. Особое место среди них занимают панаксозиды —
гликозиды женьшеня [1—4]. Как было установлено, их агликонами
являются тритерпеноиды даммаранового ряда [5—6]. Поэтому получение
гликозидов, близких по структуре к панаксозидам, на основе доступных
тритерпеноидов даммаранового ряда представляет несомненный
интерес.
С целью подхода к синтезу аналогов панаксозидов мы
предприняли попытку гликозилирования третичной гидроксильной группы
20(S), 24(Н)-эпоксидаммаран-За, 12р, 25-триола (окиси бетулафолиен-
триола) (I). Как известно, введение сахарной компоненты по
третичному гидроксилу в сложных агликонах представляет наибольшую
трудность и обычно протекает с низкими выходами [7—9].
Ранее нами проводилось сравнительное изучение методов
гликозилирования полициклических спиртов [10], поэтому мы остановили свой
выбор на двух методах. Гликозилирование осуществлялось трет.-бутил-
ортоацетатом D-глюкозы в хлорбензоле в присутствии перхлората
2,4,6-коллидиния [11] и а-ацетобромглюкозой в нитрометане в
присутствии цианида ртути [12]. Исходным веществом послужило ацетатное
производное окиси бетулафолиентриола (II).
R0'
iW 2 К
I. R = R,= H,
n.R = Ac,R,= H
m.R = Ac ,ftf Gtc(Ac)4
iv.R=Ac,Rr&?c
V.R=H, R=GEc
В результате конденсации в обоих случаях с высоким выходом
было получено соединение, которое по данным ИК-, ПМР-, 13С-ЯМР-спек-
троскопии и элементного анализа представляло собой гексаацетат
p-D-глюкозида окиси бетулафолиентриола по С-25 (III). В ИК-спектре
соединения III отсутствует полоса поглощения гидроксильной группы,

206
Л. Н. Атопкина, Н. И. Уварова
наблюдаемая в спектре исходного спирта II. В ПМР-спектре III
имеется сигнал протона при Сх глюкозы в области б 5,06 м. д. в виде дублета
с Ji,2 = 8,2 Гц, в 13С-ЯМР-спектре сдвиг Сх углеводной компоненты
наблюдается в необычно сильном поле при б 95,7 м. д. Эти данные
хорошо согласуются с результатами японских исследователей [13] и
свидетельствуют о том, что соединение III является р-глюкозидом
третичного спирта. Кроме того, сдвиг сигнала С-25 в 13С-ЯМР-спектре III в
слабое поле на Д8,1 м. д. указывает на то, что углеводная часть
присоединена к третичной гидроксильной группе.
Ниже представлены химические сдвиги сигналов некоторых
углеродных атомов в спектрах 13С-ЯМР для исследованных нами
соединений (спектры IV и V снимали в C5D5N, остальных — в CDC13):
Соединение С-3 С-12 С-20 С-24 С-25
I
и
ш
IV
V
75,3
78
77,7
77,8
75,3
71.1
75,5
75,2
75,4
71,9
86,7
85,7
85,4
85,9
86.4
85,6
83,4
82,2
81.9
85,1
70,1
70,9
79,02
78,4
76,7
Омыление продукта III метилатом натрия приводит, по данным
ИК-, ПМР-, 13С-ЯМР-спектроскопии, к гликозиду IV, сохраняющему в
агликонной части две ацетатные группы. Увеличение
продолжительности омыления до 30 суток не дало результатов. Полное омыление
осуществлялось раствором КОН в метаноле. В ПМР-спектре
полученного гликозида V отсутствуют сигналы протонов ацетильных групп,
в 13С-ЯМР-спектре нет сигнала карбонильного углерода при б 170 м. д.
Сигнал Сj сахарной части в спектре соединения V наблюдается при
б 98,9 м. д., что подтверждает р-конфигурацию гликозидной
связи [13—14].
ЭКСПЕРИМЕНТАЛЬНАЯ ЧАСТЬ
ИК-спектры снимали на спектрофотометре UR-20, Н1 и 13С-ЯМР-
спектры на спектрометре НХ-90Е «Bruker» с тетраметилсиланом в
качестве внутреннего стандарта. Оптическое вращение определяли на
поляриметре Perkin-Elraer 141 при 20°, температуру плавления — на
столике «Боэтиус». Колоночную хроматографию осуществляли на
силикагеле КСК (80—120 меш). Индивидуальность веществ
контролировали с помощью ТСХ на силикагеле в системах 1) гексан—ацетон, 3:1,
2) бензол — хлороформ — метанол, 3:2:1. Обнаружение — 10%-ной
серной кислотой в метаноле с прокаливанием при 100—200°.
Хлорбензол и нитрометан очищали как описано в работе [11].
20(S), 24(1^)-эпоксидаммаран-За, 12р, 25-триол (окись бетулафоли-
ентриола) (I) выделили из неомыляемой части эфирного экстракта
березы Betula mandshurica с последующей очисткой на силикагеле.
Кристаллизовали из ацетона, т. пл. 235—237°. Литературные данные [15]:
т. пл. 237—240°.
3,12-ди-О-ацетил-20(8), 24(Д)-эпоксидаммаран-За, 12р, 25-триол (II)
получили при ацетилировании продукта I уксусным ангидридом в
пиридине при комнатной температуре в течение суток. Кристаллизовали из
20
смеси петролейного эфира и ацетона, т. пл. 177—179°, [a.\D — 12,8°
(с 1,0; СНС13). Сз4Н5б06. Лит. данные [16]: т. пл. 178—180°.
Конденсация ацетата II с а-ацетобромглюкозой, 0,56 г (1 ммоль)
соединения II, 0,82 г (2 ммоля) а-ацетобромглкжозы и 0,5 г (2 ммоля)

р
Гликозилированиг терпеноидов даммаранового ряда 207
цианида ртути в 10 мл абсолютного нитрометана перемешивали в
течение 4 ч при комнатной температуре. Затем раствор упарили, остаток
растворили в хлороформе, отфильтровали от солей ртути. Фильтрат
промыли водой, высушили безводным сульфатом натрия, упарили.
Сухой остаток хроматографировали на силикагеле. Получили 0,63 г
хроматографически однородного вещества (в системе 1).
Кристаллизация из этанола дает чистый гексаацетат 25-0-р-0-глюкозида 20(S),
24(Н)-эпоксидаммаран-За, 12(5,25-триола (III) C48H74O15, 0,574 г
(64,4%), т. пл. 207—209°, [а]д - 20,9° (с 1,0; СНС13).
ИК-спектр (СНС13, см-1): 1725, 1754, 1220, 1260 (COOR). ПМР-
спектр (б, м. д.): 0,84—1,15 (ЗНХ8, с) — протоны метильных групп;
2,00—2,09 (ЗНХб, с) — протоны ацетатных групп; 5,06 (1Н, д Jlj2 =
=8,2 Гц) — при Cj глюкозы. ...
13С-ЯМР (б, м. д.): С3 77,7; С12 75,2; С20 85,4; С24 82,2; С25 79,02;
С[ 95,7; С2 73,0: С3 71,3; С4 68,6; С5 71,3; Св 61,2; 168,7 - 170,2 (СН3СО) •
Конденсация ацетата II с трет-бутилортоацетатом а-?>-глюкозы.
Перхлорат 2,4,6-коллидиния (8 мг) сушили азеотропной отгонкой
хлорбензола, затем к раствору добавляли 0,56 г (1 ммоль) соединения II
и отогнали еще несколько мл растворителя. В два приема через
интервалы в 10 мин внесли 0,82 г (2 ммоля)' трет.-бутилортоацетата
a-D-глюкозы и нагревали еще 15 мин в условиях азеотропной отгонки
растворителя. Реакционную массу упарили. Сухой остаток
хроматографировали на силикагеле. Основную фракцию кристаллизовали из
этанола. Получили 0,536 г продукта III (60,2%), т. пл. 207—209°.
Депрессии температуры плавления смешанной пробы с образцом,
полученным в предыдущем опыте, не наблюдалось.
3,12-ди-О-ацетил-25-О-р-О-глюкопиранозил-20(5), 24(Я)-эпоксидам-
маран-За, 12р, 25-триол (IV). 0,2 г соединения III растворили в
абсолютном метаноле и добавили 1 мл 0,1 н. раствора метилата натрия в
метаноле. Через один час (контроль ТСХ в системе 1 и 2) исходное
вещество исчезло. Раствор нейтрализовали катионитом КУ-2 (Н+-фор-
ма) и упарили. Получили 161 мг (99,3%) хроматографически
однородного вещества IV, [а]? - 29,6° (с 1,0; C5H5N).
ПМР-спектр (б, м. д.): 0,87—1,18 (ЗНХ8, с); 2,00 (ЗН, с); 2,08
(ЗН, с); ,3С-ЯМР-спектр (б, м. д.): С3 77,8; С12 75,4; С20 85,9; С24 81,9;
С25 78,4; СН3СО 170,1; CJ 98,3; О, 75,4; С3 77,8; С4 71,6; Cg 77,8; Сб 62,8.
25-0-|3-глюкопиранозид 20(S), 24(1?),-эпоксидаммаран-За, 12р,
25-триола (V). 0,3 г соединения III растворили в метаноле и добавили 1- мл
10%-ного раствора КОН в метаноле. Через 1 ч раствор нейтрализовали
КУ-2 (Н+-форма) и упарили. Выпавший осадок отфильтровали и
высушили. Получили 195 мг (90%) соединения V, т. пл. 275—279°, [а]д +
+ 11,4° (с 1,0; C5H5N). C36H6209.
13С-ЯМР-спектр (3, м. д.): С3 75,3; С12 71,9; С2о 86,4; С24 85,1;
С2576,7; Cj'98,9; CJ 75,4; С3 77,9; С4 70,7; С5 78,1; С6 63,1. 13С-ЯМР-спек-
тры сняли В. Денисенко и Ю. Кулеш.
выводы
В условиях ортоэфирного метода гликозилирования и по
модификации Гельфериха получен с высоким выходом p-D-глюкопиранозид
окиси бетулафолиентриола по третичной гидроксильной группе.
5-68

208 А. В. Камерницкий и др.
ЛИТЕРАТУРА
[1] К. Sakakibara, Y. Shibata, Т. Higashi, S. Sanada. Chem. Pharm.
Bull., 23, 1009 (1975). [2J T. Yokozawa, H. Seno, H. Oura. Chem. Pharm.
Bull., 23, 3095 (1975). [3] H. О u r a, S. H i a i, S. Nabetani, H. N а к a g a w a,
Y. Kurata, N. Saseki. Planta medica, 28, 76 (1975). [4] Г. Б. Еляков,
Ю. С. Оводов. Химия природ, соедин., 699 (1972). [5] S. S a n a d а, N. К о n d о,
Y. Shoij, О. Tanaka , S. Shibata. Chem. Pharm. Bull., 22, 421 (1974). [6]
S. Sa na d a, N. К on d о, Y. Shoij, O. Tanaka, S. Shibata. Chem. Pharm.
Bull., 22, 2407 (1974). [7] H. Ш. Пальян'ц, М. Б. Г о р о в и ц, Н. К. А б у б а к и-
р о в. Химия природ, соедин., 765 (1976). [8] G. Schneider, О. Miersch,
H.-W. L i e b i s с h. Tetrahedron Lett., 405 (1977). [9] M. P i n a r, M. M a r t i n-L о m a s.
Phytochem, 16, 281 (1977). [10] H. И. Уварова, Л. Н. Ат о пк и на, Н. Ф.
Само ш и н а, Г. Б. Еляков. Биоорган, химия, 3, 1493 (1977). [11] N. К. К о с h e t-
kov, A. F. Bochkov, T. A. Sokolovskaya, V. I. Snyatkova. Carbohyd.
Res., 16 17 (1971). [12] В. Н е 1 f e r i с h, К- Weis. Chem. Ber., 89, 314 (1956), [13]
S. Yahara, O. Tanaka, I. Nishioka. Chem. Pharm. Bull., 26, 3010 (1978).
[14] R. Kasai, M. Suzuo, J. Asakawa, O. Tanaka. Tetrahedron. Lett., 175
(1977). [15] M. Nagai, N. Tanaka, O. Tanaka, S. Ishikawa. Chem. Pharm.
Bull., 19, 2061 (1973). [16] T. Ohmoto, T. Nikaido, M. Ikise. Chem. Pharm.
Bull. 26, 1437 (1978).
Тихоокеанский институт биоорганической химии
Дальневосточного научного центра
АН СССР
Владивосток
Поступило
29. X 1979 г.
УДК 542.91:547.92
ТРАНСФОРМИРОВАННЫЕ СТЕРОИДЫ
117. СИНТЕЗ 5а-ОКСИ-6-КЕТОСТЕРОИДОВ С 6-ЛАКТОННЫМ ЦИКЛОМ Е
А. В. Камерницкий, В. А. Криворучко, И. Г. Решетова
Настоящее исследование выполнено в рамках программы изучения
зависимости структура — биологическая функция стероидов с
дополнительным — лактонным циклом Е и кислородсодержащими
заместителями при С-5, С-6-центрах. В данном сообщении речь идет о синтезе
5а (ОН), 6-кето-17а, 12^-диоксилактонов.
В качестве исходных соединений избраны этиловые эфиры 5,16-дие-
нов (1а, б) [1]. Предполагалась их трансформация в целевые продукты
по схеме: эпоксидирование, транс-раскрытие 5,6-эпоксидов с
одновременной лактонизацией в цикл Е и окисление 6-оксигруппы. Как
оказалось, эпоксидация диенов 1а, 16 метахлорпербензоиной кислотой
(ХПБК) в СНгСЬ гладко приводит к соответствующим 5а, 6а, 16а, 17а-
диэпоксидам (Па, б), причем 21,24-динорстероид (Па)
охарактеризован в виде 20^-ацетата.
'ACQ
НОСЫ,, COOEt
1 q.R=H
5.R=CH,
АсО
0'
л a. R=H
б. г\=СН,
Г^^шк ^ХХ^
--СН2 COOEt
-О "3_10Н
АеО
X^JLJ + JXJ^
си,
H0--CrljGO0Et

Трансформированные стероиды
209
Стереохимия окисных циклов приписана на основании общих
соображений о предпочтительности подхода электрофильного реагента из
менее затрудненной а-области стероида. Структура подтверждена
характером фрагментации в масс-спектре (наличием пиков ионов
соответствующих М, М—СО2С2Н5, M—СНзСООН) и сигналами в спектрах
ПМР б 2,8 м. д. с константой спин-спинового взаимодействия 4 Гц,
3,0 м. д. от 6(3, 16р-протонов [2]. Интересным оказался тот факт, что в
условиях эпоксидации 24-норстероида (16), наряду с диэпоксидом (Пб)
образуется 5,6а-эпокси-6-лактон (III) (т. пл. 282—287°), выход
которого увеличивается с повышением температуры реакции (кипение
СНгС12). По литературным аналогиям [3] можно предположить, что
хлорбензойнад кислота, освобождающаяся в реакции эпоксидирования,
вначале катализирует изомеризацию эпоксиэфира (Пб), протонирует
кислород первоначально образующегося 16а, 17а-окисного цикла.
Раскрытие эпоксида происходит внутримолекулярной атакой
карбонильным кислородом карбэтоксигруппы с образованием промежуточного
ортоэфира (i), расщепление которого при дальнейшей обработке, по-
видимому, сопровождается циклизацией по механизму Sn 2 с инверсией
конфигурации окисного цикла по схеме
но-Ин^лвд но*
t3
t»0H 11
о
сн^осд
но-
о
А0 Ы^
н3о
ш.
Те же компоненты образуются при обработке моноэпоксида 1в [4] ХПБК.
СН,
HD-
сн2ооосн3
ОАс
TVfl
Структура 5а, ба-эпоксилактона (III) доказана фрагментацией в
масс-спектре: наличием пиков молекулярного иона и ионов,
характерных для 17а, 20-диокси-б-лактонов (М—18), (М—18—60). Соединение
III плохо растворимо в большинстве органических растворителей.
Спектр ПМР III в пиридине содержит сигналы, отвечающие 18-СН3,
19-СНз, 21-СНз, 6-Н протонам и ацетату. Подобной трансформации в
17а, 20-диокси-б-лактон, однако, не наблюдается при обработке диэпок-
сидов (Па, Пб) сильными протонными кислотами (НСЮ4) или кислота-

210
А. В. Камернщкий и др.
ми Льюиса (BF3'Et20). В присутствии сильного внешнего нуклеофила
[5] наряду с раскрытием 5,6-окисного цикла и лактонизацией в реакцию
включаются, по-видимому, гидроксильные функции при С-20, С-17, что
сопровождается перегруппировками в кольце Е. Краткая экспозиция
диэпоксида (Пб) с НСЮ4 в метаноле ведет лишь к переэтерификации и
образованию (V6).
1.DMS0, BF3-Et20
Ш1
НО OR
•. ¦ щ_ n.R = H
5.R = Ag
Изучение раскрытия 5а; ба-окисного цикла в эпоксилактоне (III)
показало, что положение 5, 6 стерически затруднено, видимо,
проявляется влияние удаленного 6-лактонного кольца Е, что отмечалось нами
ранее [4] при бромировании Д5-17,20-диоксилактона. Выбор условий
реакции' был продиктован растворимостью III. При обработке III
НСЮ4 в диоксане (3 ч, 20°) происходит раскрытие окисного цикла с
образованием Via, однако остается 50% исходной окиси. С другой
стороны, увеличение продолжительности реакции (до полного
исчезновения эпоксида) приводит к появлению многочисленных побочных
продуктов. Раскрытие эпоксида III эфиратом трехфтористого бора в ди-
метилсульфоксиде [6] дает смесь 5а, 6|3-диола (Via) и оксикетона (V:II).
Наиболее рациональным оказался выход к 6-кетону (VII) окислением
смеси (Via) и III N-бромсукцинимидом в диоксане [7]. При этом диол
(Via) гладко окислялся и хроматографическое разделение смеси
привело к 3-ацетату 24-норхол-Зр, 5а, 16р, 17а, 20?-пентаол-6-он-23-овой кис-
-лоты 23, 16р-б-лактону (VII) с т. пл. 269—271°. Структура VII
подтверждена фрагментацией в масс-спектре, характерной для подобных лакто-
нов. В спектре'ПМР имеются сигналы, отвечающие положениям
протоков при С-18, С-19, С-21'И ацетату,.
ЭКСПЕРИМЕНТАЛЬНАЯ ЧАСТЬ
Температуры плавления определены на блоке Кофлера, ИК-спект-
ры измерены на спектрометре UR-10, масс-спектры сняты на
масс-спектрометре СН-6 «Varian MAT» с непосредственным вводом образцов в
ионный источник при ионизирующем напряжении 70 эВ. Спектры ПМР
измерены на приборе «Tesla BS 497» (внутренний стандарт ГМДС) с
CDC13. Для ТСХ использован силикагель 5/40 ммк ( + 13% гипса).
Разделение смесей проведено на колонках с Si02 40/100 ммк в
атмосфере N2.
Эпоксидирование 3-ацетата этилового эфира 21,24-динорхола-5,16-
диен-Зр, 20?-диол,23-овой кислоты (1а). К. раствору 100 мг (1а) в 10 мл
СН2С12 прибавили 100 мг ХПБК- Гомогенный раствор оставили при '20э
на 24 ч в темноте, затем промыли последовательно 10%-ным раствором
Na2S03, NaHCC>3, NaCl, высушили над MgS04 и упарили. Остаток аце-
тилировали 0,5 мл (СН3СО)20 в 2 мл пиридина. После обычной
обработки и хроматографической очистки на Si02 в системе эфир — гексан
(1:1) получили 60 мг 3,20ё-диацетата этилового эфира 21,24-динор-5а,

Трансформированные стероиды
211
6а, 16а, 17а-диэпокси-Зр, 20?-диол-23-овой кислоты (Па), т. пл. 125—128э
(из смеси гексан — ацетон). ИК-спектр (v, см-1): 1030, 1040, 1180, 1250,
1730 (пл), 1750 (в КВг). Мол. вес 504. Масс-спектр (гп/е): 504 (М), 444
(М—60), 429 (М—60—15), 384 (М—2X60), 371 (М—60—73). Спектр
ПМР (б, м. д.): 0,87 с (ЗН, 18-СН8), 1,08 с (ЗН, 19-СН3), 1,24 т (J = 7 Гц,
ЗН, ОСН2СН3), 2,00, 2,05 с (6Н. ацетаты), 2,48 д (J = 6,5 Гц, 2Н,
22-СН2), [2,88 д (J = 4 Гц, 1Н), 3,18 д (J=3 Гц, 1Н — эпоксидные
протоны]; 4,9 ц. м. (1Н, 3-Н), 4,11 к (J = 7 Гц, 2Н, ОСН2СН3), 5,92 т
(J=6,5 Гц, 1Н, 20-Н). При эпоксидировании (1а) м-нитропербензойной
кислотой в СНОз (48 ч, 20°) из 250 мг диена выделено 170 мг (Па) с
т. пл. 125—128°, не дающего депрессии с описанным выше образцом и
идентичного ему по всем спектральным характеристикам. При
эпоксидировании ХПБК при 42° основным продуктом является Па.
Кислотное расщепление диэпоксида (Па). К раствору 230 мг. ди-
эпоксида (Па) в 10 мл ацетона добавили 10 капель НС104 (67%) и
0,5 мл воды. Через 40 мин по исчезновении исходного (ТСХ)
реакционную смесь нейтрализовали раствором ЫаНСОз, растворитель упарили, к
остатку добавили 10 мл воды и экстрагировали EtOAc. После
высушивания над MgS04 и упаривания остаток (210 мг) ацетилировали 0,5 мл
(СН3СО)20 в 1 мл пиридина. После обычной обработки через 18 ч и
хроматографического разделения на Si02 системами эфир — гексан
(1:1,9:1), эфир получено 100 мг хроматографически однородного
маслообразного вещества Rf 0,67 (эфир), представляющего собой, по-
видимому, Зр, 6р, 20^-триацетат 18, 21, 24-тринор-17р-метил-хол-13(14)-
ен-3,5а, бр, 16|5, 20-пентаол-23-овой кислоты 23, 16р-б-лактон (IVa). ИК-
спектр, (v, см-1): 1040, 1250, 1380, 1600 (пл), 1735, 3450 (в СНС13).
Мол. вес 518. Масс-спектр (ш/е): 518 (М), 500 (М—18), 458 (М—60),
440 (М—60—18), 398 (М—2X60), 380 (М—2x60—18), 367, 338
(М—3X60), 320, 305. Спектр ПМР (б, м. д.): 1,05, 1,08, с (6Н, 18-СН3,
19-СНз), 1,95, 1,99 с (9Н, ацетаты), 2,55 м (2Н, 22-СН2), 3,47 ц. м. (2Н,
ОСИ), 4,73 м (1Н, ОСИ), 5,09 м (1Н, ОСИ). Тот же продукт образуется
при обработке диэпоксида (Па) в ледяной СН3СООН с я-TsOH (100—
105°, 4 ч),^0,66 (эфир).
Эпоксидирование 3-ацетата этилового эфира 24-норхола-5,16-диен-
Зр, 20|-диол-23-овой кислоты (16). К раствору 1,7 г диена (16) в 100 мл
СН2С12 прибавили 3 г ХПБК. Через 20 ч (20° )обработали так, как
описано для 1а. Получили 1,5 г маслообразной смеси, из которой
затиранием в эфире выделили 170 мг 3-ацетата 24-норхол-5а,6а-эпокси-Зр,16(5,17а,
20?-тетрол-23-овой кислоты 23, 16р-б-лактона (III), т. пл. 282—287°
(EtOAc — эфир). ИК-спектр (v, см-1): 1040, 1250, 1360, 1380, 1705, 1730,
3380, 3510 (в КВг). Мол. вес 448. Масс-спектр (гп/е): 448 (М), 430
(М-18), 412 (М—2X18), 388 (М—60), 370 (М—60—18), 352 (М—60—
—2X18), 346 (М—60—42). Соединение III трудно растворимо в эфире,
СНС13, ТГФ, СНзОН. Спектр ПМР (6, м. д. в пиридине): 0,76, 0,92 с
(18-СНз, 19-СНз), 1,3 с (21-СНз), 1,84 с (ацетат), 2,88 м (6-Н).
Фильтрат после отделения III частично (380 мг) хроматографиро-
вали на колонке с Si02. При элюировании системами эфир — гексан
(1:3, 1:1) выделено 100 мг диэпоксида (Пб) с т. пл. 181 —184° (из
СН3ОН). ИК-спектр (v, см-1): 910, 960, 1040, 1250, 1340, 1380, 1710,
1740, 3510 (в КВг). Мол. вес 476. Масс-спектр (ш/е): 476 (М), 458
(М—18), 443 (М—18—15), 385 (М—18—73). Спектр ПМР (б, м. д.):
0,92 с (ЗН, 19-СНз), 1,02 с (ЗН, 18-СН3), 1,2 т (J = 7 Гц, ЗН, ОСН2СН3),
1,28 с (ЗН, 21-СНз), 1,92 с (ЗН, ацетат); 2,28 д (2Н, J = 4 Гц, СН2),
2,8 д (1Н, J=4 Гц, бр-Н), 3,08 с (1Н, 16р-Н); 4,1 (2Н, J=7 Гц,
ОСН2СН3), 4,48 с (1Н, ОН), 4,8 м (1Н, 3-Н). При проведении эпокси-

212 А. В. Камерницкий и др.
дирования при 42° из 700 мг диена (16) получили 220 мг 6-лактона (III).
Из 1,7 г диена (16) получили 700 мг б-лактона (III) и 500 мг ди-
эпоксида (Пб).
Эпоксидирование 3-ацетата этилового эфира 16а, 17а-эпокси-24-нор-
хол-5-ен-Зр, 20|-диол-23-овой кислоты (1в). Раствор, содержащий 100 мг
моноэпоксида (1в) [4], 200 мг ХПБК, 10 мл СНгСЬ, выдерживали в
темноте при 20° трое суток. После обработки, аналогичной (1а),
получили 20 мг III (т. пл. 250°), совпадающего по Rf и не дающего депрессии
температуры плавления с III, и 50 мг диэпоксида (Пб), т. пл. 175—178°,
идентичного образцу, описанному выше.
Кислотное расщепление диэпоксида (Пб). а). К раствору 30 мг
диэпоксида (Пб) в 15 мл СН3ОН прибавили три капли 67%-ной НС104.
По исчезновении исходного (ТСХ, 15 мин, 20°) частично упарили
растворитель, разбавили водой, экстрагировали ЕЮАс, промыли ЫаНСОз,
водой, высушили над MgS04, упарили, остаток ацетилировали 0,3 мл
(СН3СО)20 в 1 мл пиридина. После обычной обработки получили хро-
матографически однородный метиловый эфир 24-норхол-5а,6а; 16а, 17а-
диэпокси-Зр, 20|-диол-23-овой кислоты (V), Rf 0,72 (эфир — ацетон,
1:1). ИК-спектр (v, см"1): 980, 1040, 1100, 1260; 1380, 1460, 1700, 3460,
3600 (в СНС13). Мол. вес 462. Масс-спектр (т/е): 462 (М), 444 (М—18),
428, 412, 402 (М—60), 360 (М—60—42), 342 (М—60—42—18). б). К
раствору 400 мг (Пб) в 15 мл диоксана прибавили 8 капель BF3 • Е12О и по
исчезновении исходного (18 ч, 20°) реакционную смесь разбавили
СН2С12, промыли водой, органический слой отделили, высушили над
MgS04 и упарили. Остаток растворили в 50 мл сухого бензола,
добавили 20 мг и-TsOH и кипятили 20 мин. По охлаждении раствор
разбавили эфиром, промыли водой, NaCl, высушили над MgS04 и упарили.
Остаток (290 мг) ацетилировали 1,5 мл (СН3СО)гО в 4 мл пиридина.
После обычной обработки и хроматографирования смеси в системах
эфир — ацетон (5 : 1,4 : 1,3 : 1) получили 100 мг маслообразного хрома-
тографически однородного продукта перегруппировки с Rf 0,68 (эфир—
ацетон, 1:1). ИК-спектр (v, см-1): 1040, 1250, 1730, 3440, 3580 (в
СНС13). Мол. вес 492. Масс-спектр (т/е): 492 (М), 474 (М—18), 450,
448, 430, 412, 408, 390, 388, 370, 352, 330. Спектр ПМР (6, м. д.): 0,58 с,
1,1 с, 1,18 с (18-СНз, 19-СНз, 21-СНз), 1,94 с (ЗН, ацетаты), 3,82 м (ОСИ).
Кислотное расщепление 3-ацетата 24-норхол-5а, 6а-эпокси-Зр, 16р,
17а, 20|-тетрол-23-овой кислоты 23, 16р-6-лактона (Ш). а). К раствору
30 мг (III) в 5 мл диоксана добавляли несколько капель 67%-ной
НСЮ4, через 3 ч при 20° обрабатывали водой, экстрагировали ЕЮАс,
сушили, упаривали, остаток ацетилировали 0,5 мл (СН3СО)гО в 1 мл
пиридина. После обработки получили 3,6-диацетат (VI6) в виде масла,
Rf 0,69 (эфир — ацетон, 3:1). Мол. вес 508. Масс-спектр (т/е): 508
(М), 490 (М—18), 472 (М—2X18), 457 (М—2X18), 457 (М—2x18—
— 15), 448 (М—60), 430 (М—60—18), 412 (М—60—42), 396, 388
(М—2X60), 370 (М—2X60—18), 352 (М—2X60—2X 18).
б). Смесь, состоящую из 220 мг III, 5 мл (СНзЬЭО, 0,06 мл
BF3 • Et20, нагревали 22 ч при 60—80°. По охлаждении обрабатывали
водой, экстрагировали CH2CI2, экстракты промывали водой, сушили над
MgS04, упаривали и остаток (160 мг) хроматографировали на Si02,
вымывая системами: эфир, эфир — ацетон (5 : 1). Получили 60 мг смеси
5,6-диола (Via) и 5-окси-6-кетона (VII). Мол. вес Via 466, мол. вес VII
464. Масс-спектр (т/е): 466, 464, 448, 446, 430, 412, 404, 402, 388, 384,
370, 352. Спектр ПМР (6, м. д.): 0,7, 0,94, 1,0, 1,2, 1,3 (18-СН3, 19-СН3,
21-СНз), 2,0 с (ацетат), 3,39, 4,55, 5,0.

Трасформированные стероиды
213
Получение 3-ацетата 24-норхол-Зр, 5а, 16р, 17а, 20?-пентаол-6-он-23-
овой кислоты 23, 16р-б-лактона (VII). а). К раствору 500 мг III ;в 100 мл
диоксана прибавили 1 мл 67%-ной НС104. Через 3 ч при 20°
нейтрализовали NaHC03, упаривали, остаток обрабатывали водой,
отфильтровывали, промывали водой и кристаллизовали из смеси ацетон — эфир.
Продукт реакции (500 мг) представляет собой смесь III Rf 0,64 и дио-
ла (Via), Rf 0,40 (эфир — ацетон, 6: 1). Эту смесь без разделения
(ввиду чрезвычайно трудной растворимости в СНС1з) растворили в
9 мл диоксана и 1 мл воды и обработали 380 мг NBS. Через сутки (20°)
по исчезновении Via (ТСХ) реакционную смесь промыли раствором
Na2S03 (для удаления брома), водой, экстрагировали ЕЮАс, сушили
над MgS04 и упаривали. Остаток (350 мг) делили дважды на колонке
с Si02 в системе эфир — ацетон (100:5). Выделили 120 мг эпоксилак-
тона (III), т. пл. 281—286° (СН3ОН — эфир); 40 мг смеси III и VII и
55 мг 6-кетолактона (VII), т. пл. 269—271° (СН3ОН — эфир),
температура плавления смеси VII и III 236—256°. ИК-спектр (v, см-1): 1040,
1280, 1370, 1390, 1715, 1735, 3440 (ш), 3480 (в КВг). Мол. вес 464. Масс-
спектр (т/е): 464 (М), 446 (М—18), 404 (М—60), 388, 386. Спектр
ПМР (6, м. д., в пиридине): 0,81, 0,92 с (6Н, 18-СН3, 19-СН3), 1,4 с
(ЗН, 21-СНз), 1,92 с (ЗН, ацетат).
В подобных условиях из 150 мг смеси диола Via и III реакцией с
NBS после разделения получили 35 мг VII, т. пл. 248—254° и 45 мг
смеси III и VII, т. пл. 220—254°
б). Смесь продуктов (50 мг), полученных при обработке III
BF3 • Et20 в (CH3)2SO, обработали подобно описанному выше 50 мг
NBS в смеси диоксан — вода (9:1) за двое суток. После хроматогра-
фирования на Si02 в системе эфир — ацетон (50:2) получили 15 мг
оксикетона (VII), совпадающего по Rf с описанным выше, т. пл. 248—
254°, температура плавления смеси с VII 248—254°.
ВЫВОДЫ
1. Показано, что при эпоксидации сложных эфиров стероидных по-
лиенов наряду с обычным образованием окисей происходит
внутримолекулярная циклизация в 17а, 20|-диокси-б-лактоны.
2. Трансформациями 5а, ба-эпоксидного цикла в эпокси-б-лактоне
(III) получен новый представитель стероидных б-лактонов — 3-ацетат
24-норхол-Зр, 5а, 16р, 17а, 20|-пентаол-6-он-23-овой кислоты 23, 16р-б-
лактон (VII).
ЛИТЕРАТУРА
[11 А. В. Камерницкий, В. А. Криворучко, Р. П. Литвиновская,
И. Г. Решето в а. Изв. АН СССР, сер. хим. 2073 (1975). [2] К. Tori, Т.
Кошено, Т. Nakagawa. J. Org. Chem., 29, 1136 (1964). [3] E. D e m о 1 e,
H. Wuest. Helv. Chim. Acta, 50, 1314 (1967). [4] А. В. Камерницкий,
В. А. Криворучко, И. Г. Решетова. Изв. АН СССР, сер. хим. 188 (1978).
[5] P. Kocovsky, V. Cerny. Coll., 44, 1496 (1979). [6] М. К о с о г, L. Т о m a s-
zewska. Bull. Acad. Polon. Scient, XXIII, 223 (1975).
Институт органической химии Поступило
им. Н. Д. Зелинского 22. XI 1979 г.
АН СССР
Москва

214
В. А. Масленникова и др.
УДК 547.926
ВИТАНОЛИДЫ PHYSALIS
II. ВИТАФИЗАНОЛИД
В. А. Масленникова, Р. Н. Турсунова,
К. Л. Сейтаниди, Н. К. Абубакиров
Ранее мы сообщали [1] о начавшихся исследованиях витанолидного
состава Physalis alkekengi L. Недавно [2] стало известно, что Physalis,
произрастающий в предгорьях Копетдага (Туркменская ССР, пос. Кара-
Кала) и служивший объектом нашего изучения, ошибочно отнесен к
виду Ph. alkekengi. На самом деле это Physalis viscosa L.— вид,
занесенный на территорию Средней Азии, по-видимому, извне.
Из хлороформной вытяжки водного экстракта надземной части
Ph. viscosa мы выделили вещество состава С28Н3807, которое на
основании УФ-, ИК-, ПМР- и масс-спектров отнесли к витанолидам. Новое
соединение назвали витафизанолидом (I).
Наличие в УФ-спектре соединения I интенсивного максимума при
212 нм (Ige 4,08), в масс-спектре — иона с гп/е 125 (100%), в спектре
ПМР — трехпротонных синглетов при 6 1,80 и 1,63 м. д.
свидетельствует о том, что в боковой цепи витанолида имеется ненасыщенное лак-
тонное кольцо. Интенсивный фрагмент с пг/е 169, возникающий в
результате разрыва связи С-17—С-20, указывает на присутствие гидро-
ксильных групп при С-17 и С-20.
Трехпротонный синглет при б 1,66 м. д. подтверждает нахождение
гидроксильной группы при С-20. Окисление реагентом Джонса ацетил-
витафизанолида (II) до лактона III [3] и ацетокси-5ос-окси-1,17-дикето-
д2,8(14).аНдр0стандиена — еще 0дИН показатель существования диольной
группировки по месту разрыва (С-17 и С-20).
Резонансные сигналы винильной группы в слабом поле при б 5,90
и 6,92 м. д. соответствуют протонам при С-2 и С-3 ДМ-кетостероидов.
Однопротонный дублет при б 4,75 м. д. для витафизанолида (I)
сдвинут у его ацетата II в слабое поле (5,65 м. д.). Это дало
возможность предположить наличие еще одной, легко ацетилируемой,
гидроксильной группы при С-4. Для доказательства этого мы исследовали
ПМР-спектр ацетиландростандиена IV. Сигнал олефинового протона
при С-3 (б 6,54 м. д.) этого соединения имеет вид квартета, что
свидетельствует о наличии у него по соседству только двух атомов водорода.
Изучение спектра многочастотного резонанса показало, что при
одновременном облучении олефинового (при С-2) и гем-ацетильного (С-4)
протонов сигнал протона при С-3 превращается в синглет.
Следовательно, квартетный характер расщепления сигнала протона при С-3
обусловлен взаимодействием с атомом водорода при С-2 (6,02 м. д.;
J2,3=5,2 Гц) и с протоном, геминальным к ацетильной группе С-4
(5,79 м. д.; J3,4=9,2 Гц). Найденное значение ^,4=9,2 Гц на основании
кривой Гарбиша соответствует величине двугранного угла между
протонами С-3 и С-4 — приблизительно 150° (30°). Это отвечает
квазиэкваториальной ориентации водорода С-4 и квазиаксиальной —
ацетильной группы.
Дублет протона С-4, положение сигнала атомов водорода СН3-19
в сравнительно слабом поле (6 1,63 м. д.) определяют место для
третичного гидроксила у С-5 [5].

Витанолиды Physalis. II. 215
На основании совпадения изменений химсдвига 19-СНз-группы в
зависимости от растворителя (^Cdci3-c6dsn =— ®№ м.д.)для 5-окси-
группы приписана а-ориентация. Это подтверждается сильно
выраженным отрицательным эффектом Коттона при измерении кругового
дихроизма (Де34о ~~ 1»88) .
СН,
^Sr^tr*o ш
О
р-Ориентация 17-ОН-группы витафизанолида установлена в
результате изучения ПМР-спектра 4-О-ацетилвитафизанолида (II).
Согласно рентгеноструктурному анализу [4], расстояние между 18-СН3 и
17В-ОН группами значительно меньше, чем между 18-СН3 и 17а-ОН.
Поэтому 17р-ОН-группа оказывает большее дезэкранирующее влияние
и сигналы протонов 18-СНз-группы сдвинуты в более слабое поле.
Изменение сдвигов сигналов протонов 18-СНз и 22-Н от влияния
растворителя у ацетата витафизанолида (II) (дСОС13-со^ ~ — 0»^ м- д
у 18-СН, и ^CDCi8_C5dsN =—0,3 м. д. у 22-Н) хорошо согласуется
со сдвигами у этих же протонов 4^-оксивитанолида Е (V) [6],
содержащего 17J3-OH (растворитель CDC13, в квадратных скоб-
Kax-C5D5Nj:
Соединение
I
"II
IV '
V[6]
2-Н
д
[5,9]
6.00
[5,98]
[6,02]
6,30
[6,48]
3-Н
кв
[6,92]
6,67
[6,70]
[6,54]
7,08
[7,18]
4-Н
д
[4,75]
5,70
[5.65]
[5,79]
6,40
[5,00]
22-Н
м
[5.15]
4,85
[5,15]
4,78
[5,15]
18-СЩ
с
[1.29]
1,12
[1.29]
[0,91]
1.08
[1.32]
119-СН3
с
[1,63]
1,39
[1.45]
[1.41]
1.41
[1,72]
21-СНг
с
[1,66]
1,36
[1,65]
1,41
[1,73]
27 и 28-СН:
с
[1,64; 1,80]
1,86; 1,92
[1,67; 1,86]
1,89; 1,95
[1,82; 1,91]
Согласно суммарной формуле, витафизанолид содержит в
стероидной части молекулы помимо А2 еще одну двойную связь. Отсутствие
других винильных протонов позволило нам высказать предположение,
что она тетразамещенная и по аналогии с другими витанолидами [1, 5]
расположена между С-8 и С-14.
На основе приведенных данных для витафизанолида предложена
структура 4р, 5а, 17р, 20Н-тетраокси-1-кето-22К-вита-2,8(14), 24-триено-
лида (I).
R-Конфигурация при С-22 дана согласно кривой кругового
дихроизма (Ае245 + 5,85).

216
В. А. Масленникова и др.
ЭКСПЕРИМЕНТАЛЬНАЯ ЧАСТЬ
Для тонкослойной хроматографии (ТСХ) использовали силикагель
марки КСК, содержащий 5% гипса в системах: 1) хлороформ —
метанол (10: 1); 2) гексан — ацетон (1 : 1); 3) хлороформ — бензол —
метанол (5:5:1). Проявитель — насыщенный хлороформный раствор
SbCl3 (при нагревании). УФ-спектры снимали на спектрофотометре
Specord UV VIS, ИК-спектры — на приборе UR-20, масс-спектры — на
масс-спектрометре МХ-1303 при ионизирующем напряжении 40 эВ,
ПМР-спектры — на приборе JNM-4H 100/100 МГц, 0 — ГМДС,
б-шкала.
Выделение витафизанолида (I). Сухую хлороформную вытяжку
получили известным методом [1].
Порошок (10 г) экстракта хроматографировали на колонке,
содержащей 500 г силикагеля. Элюировали смесью хлороформ — метанол с
постепенным увеличением метанола от 1 до 5%; фракции отбирали по
300 мл. Контроль — ТСХ в системах 1, 2. Фракции, содержащие вита-
физанолид (хлороформ — метанол, 3%), собирали и вновь
хроматографировали на 300 г силикагеля. Элюировали смесью гексан — ацетон
(2: 1). Фракции 40—55 содержали в основном витафизанолид,
проявляющийся сине-зеленым цветом. Выход 1,5 г (0,07% от веса воздушно-
сухого растения). Перекристаллизовали из метанола. Состав СгвНзвОт,
т.пл.215°; Н'о +95,0±2° (с 2,63; диоксан); Х™н212 нм (lge 4,11);
W3400> 1695' 1675' 160°- 1140 см_1- Масс-спектр: т/е (%): 468 (8),
М-Н2О;450 (30), М-2Н,0; 343 (8) 468-125; 325(16); 309 (15); 299 (21)
468-169; 238 (41), 225 <25); 169 (43), 151 (43), 125 (100). КД (с 1,59;
метанол) Де215+15,3; As,45-j-5,85; Де340 —1,88.
4-О-Ацетил-витафизанолид (II). 300 мг витафизанолида (I)
растворили в смеси 5 мл сухого пиридина и 5 мл уксусного ангидрида и
оставили на сутки в темном месте. Растворители отогнали в вакууме,
остаток растворили в 5 мл метанола и вылили на лед. Выпавший
хлопьевидный осадок отфильтровали и перекристаллизовали из
водного метанола. Состав C3oH4o08, [a] D +95,9±2° (с 1,74; метанол), vma^ :
3450, 1735, 1710, 1695, 1230, 1140 см-1. Масс-спектр: т/е (%), 510 (3)
М—Н20, 468 (100) М—СНзСООН, 450 (62), 343 (17), 325 (40), 309 (42),
299 (71), 281 (90), 238 (96), 169 (85), 125 (70).
Окисление 4-О-ацетилвитафизанолида. 300 мг ацетата II
растворили в 15 мл ацетона, поставили в ледяную баню и по каплям добавляли
реактив Джонса. Постоянный контроль — ТСХ в системе 3. После
исчезновения на хроматограмме исходного соединения реакционную
смесь разбавили 20 мл воды, экстрагировали хлороформом.
Хлороформное извлечение промыли водой, высушили над Na2S04. После отгонки
растворителя в остатке оказалось 210 мг светло-желтого густого масла.
На ТСХ в системе 3 обнаружили два соединения (проявитель — йод).
Продукты реакции подвергли препаративному разделению на
пластинках с тонким слоем силикагеля в той же системе. Получили два
продукта: светло-желтое масло (III) состава С9Н12О3, [a]D +15I,0±3°
(с 1,30; хлороформ), масс-спектр: т/е (%) 125 (100), 100 (38), 71 (23),
43 (38), и кристаллы (IV) состава C2iH2605 с т. пл. 139°, [a]2D2 +115,5±5°
(с 1,31; метанол); Х^ан;он 210 нм (lgs3,6); v^ : 3450, 1725, 1680, 1670,
1245 см-1, масс-спектр т/е (%): М+ 358(4), 340(4), 298 (100) М—
СН3СООН, 280 (92), 265 (25), 233 (48), 209 (22), 171 (90), КД (с 1,60;
метанол), Де218 =+39,2, Де235=+2,14, Дв,43 = —2,96.

Исследование алкалоидов. I
217
ВЫВОДЫ
Из Physalis viscosa L. выделен новый витанолид, названный вита-
физанолидом. Он имеет строение 4|3, 5а, 17р, 20Р-тетраокси-1-кето-22Р-
вита-2,8 (14) 24-триенолида.
ЛИТЕРАТУРА
fl] В. А. Масленникова, Р. Н. Турсунова, Н. К. А бу баки ров.
Химия природ, соедин., 531 (1977). [2] В. В. Никитин, В. Ф. Го лубков а.
Бюллетень Всесоюзного института растениеводства им. Н. И. Вавилова, вып. 81, 26
(1978). [3] К. Sakurai, H. I s h i, S. Kobajashi, Т. I w а о. Chem. Pharm. Bull.,
24 (6), 1403 (1976). [4] D. La vie, I. К i r s о n, E. Gl otter, D. R a b i n o-
vich, Z. Shakked. J. Chem. Soc. Chem. Ccmmun., 877 (1972). (5] А. В. Камер-
ницкий, И. Г. Решето в а, В. А. Криворучко. Химия природ, соедин., 156
(1977). [6] I. Kirson, A. Abraham, P. D. Sethi, S. S. S u b r a m a n i a n,
Е. Glotter. Phytochem., 15, 140 (1975).
Ордена Трудового Красного Знамени Поступило
Институт химии растительных веществ 28. XII 1979 г,
АН УзССР
Ташкент
УДК 547.944.1.92
ЯМР-ИССЛЕДОВАНИЕ АЛКАЛОИДОВ
I. СПЕКТРЫ ЯМР 13С и СТЕРЕОХИМИЯ ПЕНТАЦИКЛИЧЕСКИХ
ОКСИНДОЛЬНЫХ АЛКАЛОИДОВ ГЕТЕРОИОХИМБИНОВОГО РЯДА СЕРИИ
ЭПИАЛЛО И АЛЛО*
М. Р. Ягудаев, С. Ю. Юнусов
Ранее на основе детального изучения спектров протонного
магнитного резонанса (ПМР) и циркулярного дихроизма были установлены
стереохимия и абсолютная конфигурация пентациклических
оксиндольных алкалоидов гетероиохимбинового ряда двух серий: эгшалло — ви-
нерин-I и винеридин-П и алло — изовинеридин-Ш, N-ацетилвинерин-
IV, майдин-V и изомайдин-VI [2—4], а также отмечены характерные
признаки различия их химических сдвигов (ХС) и констант
спин-спиновых взаимодействий (КССВ) протонов [5]. Наряду со спектроскопией
ПМР в последнее время широко и успешно применяется метод ЯМР на
ядрах ,3С для решения стереохимических и конформационных проблем
алкалоидов ряда индола [6—10], изохинолина [12], хинолизидина [13],
дитерпена [14—15], Amaryllidaceae [16—18] и других природных
соединений [19]. В литературе имеются сведения об изучении спектров ЯМР
13С двух модельных тетрациклических оксиндолов с Сз—S,
отличающихся конфигурацией спироцентра С7, а также двух подобных им
тетрациклических природных алкалоидов ринхофилина (7R, 3S) и изоринхо-
филлина (7S, 3S) [6] и других оксиндольных алкалоидов гельсемина и
гельсеверина [7], имеющих более сложное строение. Боргес и др. [31]
привели ХС 13С для двух пентациклических оксиндольных алкалоидов
серии алло-lS. Спектры же 13С алкалоидов серии эгшалло- и алло-7^
оставались вообще неизученными. В настоящей работе обсуждаются
результаты исследования спектров ЯМР 13С алкалоидов I—VI с целью
выявления корреляции ХС 13С со стереохимией этих соединений (таб-
* Сообщено на Всесоюзной конференции «Современные достижения ЯМР-спектро-
скопии высокого разрешения», г. Ташкент, сентябрь, 1979 г. [1].

218
М. Р. Ягудаев, С, Ю. Юнусов
лица, рис. 1—4). В спектрах ЯМР 13С изученных веществ отчетливо
проявляются сигналы от sp2 и sp3 углеродов, по количеству и мультиплет-
ности полностью соответствующих структурам I—VI. Отнесение
сигналов 13С мы проводили на основе эксперимента по неполной развязке
СООСН,
I ЗПИАЛЛЕШ
СН3 С1>х
;*»«%^W»y' V^A^'vWy'V.y^^^VV»
/ ^(/<^W*
t ,0.
/«^"v
iQB
60
DDOGH,
5
ч^Чл»уИ
^^WW^h^KA^v/A'HV^;
I
d ^
л- гМлЛ~л\-г" W
-vvmviV
J
tt
1
4
Ш
?&?
M?
11S
-:з
за
so
40
M.S.
20
Рис. I. Спектры ЯМР 13С: винерина (а) и винеридина (б).
С—Н взаимодействий, т. е. по мультиплетности сигналов 13С в спектре
off resonance и на основе сравнения с литературными данными
спектров ЯМР 13С близких по структуре молекул — оксиндола [7, 20], дигид-
ропирана [8, 28, 29], некоторых модельных и природных оксиндольных
оснований [6] и индольных пентациклических алкалоидов [11], а также с
учетом пространственных эффектов в величины ХС 13С [21, 22]. При
отнесении сигналов 13С ароматических углеродов мы исходили из вели-

Исследование алкалоидов. I
219
чин их вклада я-зарядов, рассчитанных нами методами МОХ и ППП
[4], так как известно, что величины я-зарядов в ароматических и гетеро-
ароматических системах качественно коррелируют с ХС ядер 13С [23—
ячС00СН
••> W АЛЛО-75
S i
d
•^^•/Щ^^Ц10^^
ЕзЧэ
о
Si
CJ
1
1
I
ш
d.
Ч
S
,,,,..,....
tt
|
:l
Л.
Я
• „ulJ1
*М^^Г}$Шг)фНцщ№ %^\ёУ^Аф
139
160
110
120
20 м.д.
Рис. 2. Спектры ЯМР 13С: изовинеридина (а) и N-ацетилвинерина (б).
26]. Кроме того, отнесение сигнала ароматического углерода С12 в
М-ацетилвинерине-1У сделано с учетом влияния на него электрического
поля С=0 N-ацетильной группы [21]. Ранее [4] путем анализа ПМР-
спектра IV мы установили, что С=0 —СОСН3-группы имеет конфор-
мацию endo:
12

220
М. Р. Ягудаев, С. Ю. Юнусов
Из сравнения величин ХС 13С ароматических углеродов дигидроиндола
[27] и его N-ацетильного производного [21] следует, что в этой конфор-
мации группа С=0 сдвигает сигнал углерода Ci2 примерно на 6,5 м. д,
в слабое поле.
t54
\Е CfB /
7>п
С ^ 20
u21
% сн
^17
а
Рис. 3. Спектры ЯМР 13С. майдина (а) и изомайдина (б).
Рассмотрение данных таблицы и рис. 1а, б показывает, что в
спектре ЯМР ,3С винерина-I четко проявляются сигналы всех 22 атомов
углерода, а в спектре винеридина ХС двух ядер 13С совпадают,
вследствие чего наблюдается 21 сигнал.
Так как на величину ХС углерода Cig изменение конфигурации С7
в алло оксиндолах III—VI и удаленного кольца В в пентациклических

Исследование алкалоидов. I
221
индолах [11] практически не влияет, есть основание считать что и в
эпиалло алкалоидах ХС Ci9 будет меняться меньше, чем ХС С3
Поэтому, в эпиалло алкалоидах I и II дублеты при 67,2 и 70,1
соответственно мы отнесли к углеродам С3 в них.
Сопоставление ХС 13С спектров I и II показывает, что изменение
конфигурации спироцентра С7 приводит к смещению сигнала С3 на
2,9 м. д. в слабое поле, в то время как сигнал самого спироцентра С7
J L
хл
4
ai
"Г
- v-
4J-
<^-
«а со*"
44 U L
эпиалло- 7р.
ВИНЕРИН-1
11
Л
ЭПИАЛЛО- 7S
ВИНЕРЙДИН-11
АЛЛП-7Р
ИЗОВИНЕРИДИН-ГТТ
АЛЛО -73
Л/-АЦЕГИЛ8ИНЕРИН-ЛГ
АЛЛ0-7Н
МАЙДИН-У
АЛЛ0-7ё
И30МАЙДИЦ-Ш
80
70
60
50
40
30
го
&"См.д.
*$*
I
-X—
4Х
Е
.Ш
J
4
а
у-
4 Й-
170
160
150
14S
130
120
ПО
wo „ во
Я См J
Рис. 4. Химические сдвиги 13С, их отнесения и корреляция со стереохимическими
различиями оксиндольных алкалоидов серии эпиалло и алло.
на 0,7 м. д. сдвигается в сильное поле (см. таблицу). Кроме того,
изменение центра С7 от R-конфигурации в I к S в II вызывает сильнополь-
ный сдвиг сигнала углерода С9 ароматического кольца на 1,7 м. д.
Последнее, по-видимому, обусловлено влиянием неподеленной пары
электронов (НПЭ) атома азота N4 на экранирование С9, так как
расстояние от центра НПЭ N4 до С9 в II значительно меньше, чем в I.
Анализ данных таблицы показывает, что изменение конфигурации центра
С7 от R к S в эяиалло-алкалоидах I и II также приводит к заметному
изменению ХС углеродов С2, Сю, С]3, Си и С2\.
При переходе от эпиалло (вещества I и-II) к алло-серии алкалоидов
(III—IV) существенно изменяются ХС углеродов !3С колец D и Е. Это,
очевидно, обусловлено стереохимическим различием указанных колец
в двух сериях, в которых одновременное изменение конфигурации
центров С3 и N4 приводит к конверсии пиперидинового (D) и дигидропира-
нового (Е) колец из одной конформации кресла для D и полукресла для
Е (а) в другие (б) [5].

222 М. Р. Ягудаев, С. Ю. Юнусов
ЗПИАЛЛО .. АЛЛО
В результате этого ХС сигналов углеродов колец D и Е— Сз, Сц,
С15, Cie и Cig претерпевают заметные изменения, причем наибольший
слабопольный сдвиг Аб=7,0 м. д. испытывает сигнал Сз при переходе
Химические сдвиги и отнесение сигналов 13С пентациклических
оксиндольных алкалоидов серии эпиалло и алло
Углероды и
мультиплеты
C2S
C3d
c6t
CJ
C7s
C8s
Cgd
C10d
Cns
Cl2d
CI3s
Cut
Clbd
CieS
C^d
C19d
C20"
c21t
C<22^
19-CH3<7
Ar—OCH3<7
—OCH3<7
/C=Os
XCH3<7
Эпиалло
винерин-I
7R3R4S
182,0
67,2
53,2*
34.8
56,0
125,4
125,3
106,8
159,6
96.6
141,5
27,0
24,8
104,9
153,5
74,5
36,8
53,7*
167,3
18,4
55,3
50,7
вннеридин-Н
7S3R4S
182,5
70.1
53,2*
34,2
55,3
125,0
123,0
107,6
159,8
96,7
142,2
26,2
25,1
105,1
153,5
74,6
36,5
54,6*
167,3
18,5
55.3
50.3
Алло
изовинери-
дин-III
7R3S4R
181,5
74,3
53,6*
34,6
55.4
125,1
123,3
109,1
159.7
96,8
141,8
29,5
31,0
107,5
154,5
72,1
37,9
55,0*
167,4
18,9
55,7
50,7
Лг-ацетил-
винерин-EV
7S3S4R
180,7
72,3
53,5*
36,6
56.6
123,9
124.3
111.1
159,6
102,7
140.2
30,1
30,4
109,6
154,9
72,0
37,8
54,0*
167,3
18,5
55,5
50,8
170,7
26,6
майдин-V
7R3S4R
180,8
74,0
53,3*
33,7
55,9
126,5
117.8
106,1
152,2
133,9S
132,5
29,3
30,8
109,1
154.9
72,0
38.1
54,6*
167,4
18,6
56.2
60,5
50,6
изомайдин-Vi
7S3S4R
180,8
72,1
53,4*
35,1
57,1
126,9
119,4
106,6
152,1
132.9S
133:7
30,2
30,4
109,8
154.8
71.1
38,0
53,9*
167,4 ¦
18,4
55,9
60,7
50,8
* Отнесения сигналов углеродов С5 и C2i могут быть взаимно обратными.
от эпиалло-7Ц (I) к алло-ТЦ (III, V) алкалоидам (см. таблицу). Этот
парамагнитный сдвиг углерода С3 в I по сравнению с III и V можно,
очевидно, использовать как тестовый признак для распознавания и сте-
реохимической идентификации оксиндольных оснований серии эпиалло-
7R и алло-7Ц по спектрам ЯМР 13С. Помимо изменения ХС углеродов
Сз, Си, С15 и Ci6 вследствие конверсии колец D и Е и инверсии НПЭ N4
кольца наблюдаемый характерный сильнопольный сдвиг на 2,5 м. д.
сигнала углерода Cig в алкалоидах серии алло (III—VI) по сравнению

Исследование алкалоидов. I
223
с эпиалло (I, II), главным образом, вызван «у-гош» эффектом НПЭ
атома азота N4 на углерод Qg в алкалоидах серии алло (см. схему), в
которых НПЭ N4 расположена к С19 почти в два раза ближе, чем в
алкалоидах серии эпиалло [4]. Последнее подтверждается данными работы
[22], в которой отмечено, что -у-эффект НПЭ азота такого же порядка,
как и С—Н-связи, причем атом азота с его НПЭ рассматривается как
единое целое. Вместе с тем в изменение величины ХС углерода Cig
V Iя
С-— го
может вносить вклад и переориентация Cig—СН3, происходящая в
результате конверсии кольца Е из одной конформации полукресла
(рис. \а, эпиалло-l) в другую (рис. За, алло-V). Хотя строгий
количественный учет этого факта затруднителен из-за отсутствия
литературных данных по ЯМР 13С метилзамещенных дигидропирана [28, 29],
известно, что в 4-метилзамещенных циклогексенах слабопольный а-вклад
от аксиальной СН3-группы в два раза меньше, чем от экваториальной
[30]. Поэтому, можно было ожидать, что в эпиалло-алкалоидах I и II с
аксиальной СН3-группой сигнал углерода Cig будет находиться в более
слабом поле по сравнению с таковыми в алкалоидах серии алло III—VI.
Поскольку эксперимент показывает противоположное значение ХС Cig
в рассматриваемых двух сериях, очевидно, сильнопольный сдвиг
сигнала CiS в алло-алкалоидах в основном обусловлен -у-эффектом НПЭ
атома азота N4 на углерод Ci9.
Из приведенных в таблице данных видно, что внутри алло-серии
веществ III—VI прослеживаются характерные отличия ХС углеродов
Сз, С7 и Сэ, зависящие от конфигурации спироцентра С7: в случае
С7—R (III—V) ХС углерода Сз примерно на 2 м. д. сдвигается в слабое
поле, а ХС углеродов С7 и Сэ — в сильное поле на 1,2 и 1 —1,6 м. д.
соответственно по сравнению с их ХС в случае С7—S (IV, VI). Эти
различия ХС !3С углеродов С3, С7 и С9 для веществ III—VI полностью
согласуются с аналогичными данными, отмеченными для модельных и
природных тетрациклических оксиндолов [6]. Найденные корреляции ХС
углеродов 13С с конформацией и абсолютной конфигурацией
изученных алкалоидов могут быть полезными для решения стереохимических
задач новых оснований этого ряда.
ЭКСПЕРИМЕНТАЛЬНАЯ ЧАСТЬ
Спектры ЯМР 13С всех веществ получены на спектрометре
Varian-XL-100-15 при частоте 25,16 МГц в импульсном режиме с
последующим фурье-преобразованием в условиях полной и неполной
развязки от протонов off resonance. В качестве растворителя использовали
дейтерохлороформ. Концентрации растворов составляли 0,2—0,3 моль/л.
Для отсчета величин ХС 13С веществ I—VI мы исходили из ХС
центрального пика сигнала (триплета) 13С растворителя, равного 76,91 м. д.,
относительно ТМС. Точность определения ХС 13С составляет ±0,04 м. д.
ВЫВОДЫ
1. Изучены спектры ЯМР 13С пентациклических оксиндольных
алкалоидов гетероиохимбинового ряда серии эпиалло и алло и сделано
отнесение ХС углеродов.
6-68

224
С. У. Каримова и др.
2. Отмечены характерные различия ХС 13С углеродов С2, Сз, С7, С9?
Си, Cis и Сш, позволяющие проводить стереохимическую
идентификацию подобных оснований по спектрам ЯМР 13С.
ЛИТЕРАТУРА
[1] М. Р. Я г у д а е в, С. Ю. Ю н у с о в. Тезисы докладов Всесоюзной
конференции «Современные достижения ЯМР-спектроскопии высокого разрешения», Ташкент,
25—27 сентября 1979 г. Ташкент, 81 (1979). [2] М. Р. Ягудаев, Н. Абдурахи-
м о в а, СЮ. Ю ну сов. Химия природ, соедин., 197 (1968). [3] I. Ognyanov,
В. Pyuskyulev, I. Kompis, Т. Sticzay, G. Spiteller, M. Shamma.
Tetrahedron, 24, 4641 (1968). [4] M. R. Yagudaev, S. Y u. Y u n u s о v. Abstracts
III Soviet-Indian Symposium on the Chemistry of Natural Prodacts, Tashkent, October
22—25, 173 (1973); M. P. Ягудаев, В. М. Маликов, С. Ю. Юнусов. Химия
природ, соедин., 70 (1973); 493 (1974). [5] М. Р. Ягудаев, С. Ю. Ю н у с о в.
Химия природ, соедин., 345 (1976). [6] Е. Wenkert, J. S. В i n d r a, C-J. Chang,
D. W. Cochran, F. M. S с h e 11. Ace. Chem. Res., 7, 46 (1974). [7] E. Wenkert.
C-J. Chang, D. W. Cochran, R. Pellicciari. Experientia, 28, 378 (1972). [81
E. Wenkert, D. W. Cochran, E. W. Ha gam an, F. M. Schell, N. Neues,
A. S. Katner, P. P о t i e г, С Kan, M. Plat, M. Koch, H. M e h r i, J. Poisson,
N. К u n e s с h. Y. R о 11 a n d. J. Am Chem. Soc, 90, 4990 (1973). [9] Y. R о 11 a n d,
N. Kunesch, J. Poisson, E. W. Hagaman, F. M. Schell, E. Wenkert.
Jt. Org. Chem., 41, 3270 (1976). [10], S. R. Johns, J. A. Lambert on, B. P. Moore,
A. Sioumis. Austr. J. Chem., 28, 1627 (1975). [11] R. H. Levin, J-Y. L a 11 e m a n d,
J. D. Roberts. J. Org. Chem., 35, 1983 (1973). [12] D. W. H u g h e s, H. L.
Holland, D. B. Maclean. Can. J. Chem., 54, 2252 (1976). [13] F. Bohlmann,
R. Zeis berg. Chem. Ber., 108, 1043 (1975). [14] A. J. Jones. M. N. В е n n. Can.
J. Chem., 51, 586 (1973). [15.] S. W. P e 11 e t i e r, Z. D j a r m a t i. J. Am, Chem. Soc,
98, 2626 (1976). [16] W. О. С r a i n, Jr., W. С Wildman, J. D. Roberts. J. Am.
Chem., Soc. 93, 990 (1971). [17] L. Z e 11 a, G. G a 11 i, С Fuganti. J. С S. Per-
kin 11, 1180 (1973). [18] E. В r e i t m а у e r, W. V о e 11 e r. 13C-NMR-Spectroscopy,
Verlag Chemie., Weinheim (1974). [19] E. Wenkert, В L. Buckwalter, I. R. Bur-
fitt, M. J. Gasic, H. E. G о 111 i e b., E. W. H a g a m a n, F. M. S с h e 11,
P. M. Wovkulich, A. Z he lev a, In Topics Carbon-13 NMR Spectroscopy. Ed.
G. С Levy. Wiley — Interscience Publication, N. Y., V. 2, p. 81 (1976). [201
P. G. Gassman, D. P. Gilbert, T. Y. L u h. J. Org. Chem., 42, 1340 (1977). [21]
H. Fritz, T. Winkler. Heiv. Chim. Acta, 59, 903 (1976). [22] D. Tourwe, G. Van
Binst. Heterocycles, 9, 507 (1978). [23]. J. B. Stothers. Quart. Revs., 144 (1967).
[24] U. Ewers, H. G u n t e r, L. Jaenicke. Chem. Ber., 107, 876 (1974). [251
G. T. Martin, M. L. Martin, S. О d i о t. Org. Magn. Resonsnce, 7, 2 (1975). [261
D. G. F a r n u m. In «Advances in Physical Org. Chem.», Ed. V. Gold. Academic
Press, N.—Y., V. 11, 123 (1975). [27] S. Mamatas-Kalamaras, T. Sevenet,
С Thai, P. Potier. Phytochem., 14, 1637 (1975). [28] T. P e h k, E. L i p p m a a.
Eesti NSV Tead. Acad. Toim Geol, 17, 291 (1968) [29] S. D. Stothers. Carbon-13
NMR Spectroscopy. Academic Press, N.-Y. (1972). [30] Т. И. П e x к, X. Э. Kooc-
к о р а, Э. Т. Л и п п м а а, В. И. Л ы с е н к о в, И. И. Б а р д ы ш е в. Весц] Акадэыи
навук БССР, сер. хим., № 2, 28 (1976). [31] J. В о г g e s, М. Т. М a n r e s a,
J. L. Martin Ramon,C. Pascual, Y. A. Rumbero. Tetrahedron Lett., 3197
(1979).
Ордена Трудового Красного Знамени Поступило
Институт химии растительных веществ 17. XII 1979 г.
АН УзССР
Ташкент
УДК 547.943
АЛКАЛОИДЫ GLAUCIUM FIMBRILLIGERUM
С. У. Каримова, И. А. Исраилов, М. С. Юнусов, С. Ю. Юнусов
Мы исследовали надземную часть и корни растения Glaucium
limbrilligerum [l, 3], собранного в стадии цветения на склонах
Ферганского хребта. Хлороформной экстракцией надземной части растения
получили 0,54% суммы алкалоидов (0,43% эфирной и 0,11%
хлороформной).

Алкалоиды Glaucium fimbrilligerum
225
Эфирную сумму делили на фенольную и нефенольную части. Из
нефенольной суммы алкалоидов выделили дигидросангвинарин [4], сан-
гвинарин, хелеритрин, хелидонин, коридин, протопин, аллокриптопин и
основание I, из фенольной части — изокорипальмин [5], изокоридин,
коридин, глауфидин [1], N-метиллиндкарпин [З], изоболдин, скулерин
[6], N-метилкоклаурин [7], ретикулин [8], норкоридин, норизокоридин и
новые основания II, III. '
Из .хлороформной суммы алкалоидов выделили коридин,
глауфидин, глаунин и глаунидин [2]. Все выделенные известные алкалоиды
идентифицировали на основании спектральных данных и
непосредственным сравнением с истинными образцами, а норкоридин и
норизокоридин —• на основании спектральных данных и перехода путем
метилирования по Крейгу [9] в коридин и изокоридин соответственно.
Алкалоид I оказался новым, оптически неактивным основанием.
В его УФ-спектре наблюдаются максимумы при 220, 310, 340 нм (lge
4,33; 4,27; 4,10). В ЯМР-спектре имеются сигналы от N-метильной
(2,96 м. д.), трех метоксильных групп (3,65; 3,89; 3,93 м. д.), от
четырех ароматических протонов, которые проявляются в виде двух сингле-
тов при 6,32 и 6,97 м. д. и двух дублетов при 7,10; 7,34 м. д. (J=8 Гц).
Спектральные данные позволяют отнести основание I к дегидроапорфи-
новым алкалоидам (Аба, 7) с четырьмя кислородными заместителями
в 1,2,10,11-положениях. При гидрировании I по Адамсу получили
коридин. Следовательно, I является дегидрокоридином.
Основание II — аморфное, [а]п +181° (с 0,5; метанол). Хлоргидрат,
т. пл. 220—221° (из спирта). УФ-спектр: VaX 225, 275, 313 нм (lge 4,39;
3,87; 3,67). Масс-спектр: 327 (М+); 312, 310, 296, 284, 270, 269, 163,5 (М++).
В его ЯМР-спектре наблюдаются сигналы при 2,51 (N-CH3), 3,62 (ОСН3),
3.84 (ОСНз), в ароматической области имеются однопротонный синглет
при 6,61 м. д. и однопротонные дублеты при 6,75 и 6,93 м. д. (J=8 Гц),
а также мультиплеты метиленовых и метановых протонов в области
2,10—3,70 м. д. Сказанное позволяет отнести II к апорфиновым
алкалоидам типа коридина, содержащим две метоксильные и две гидро-
ксильные группы [10].
При метилировании II диазометаном получили коридин, что
указывает на наличие в II одной гидроксильной группы при Q.
Сравнение приведенных выше данных с таковыми рацемического
изокоритуберина, полученного синтетически [11], позволило
предположить, что основание II является d-изокоритуберином и впервые
выделяется из растения.
Оптически активное основание III имеет в УФ-спектре три
максимума при 225, 270, 313 нм (lge 4,43; 3,89; 3,70). В его масс-спектре
присутствуют пики ионов с т/е 357 (М+), 341, 340, 339, 326, 324, 298, 283,
267, а в ЯМР-спектре — сигналы при 3,43 м. д. (N—СН3), 3,67 (ОСН3)>
3.85 (20СН3). В ароматической области — однопротонный синглет при
6,67 м. д., однопротонные дублеты при 6,84 и 7,10 м. д. (J = 8 Гц) от
орго-ароматических протонов и мультиплеты при 2,0—4,0 м. д.
Наличие в масс-спектре ионов М—16, М—17, М—18, слабая
интенсивность молекулярного иона, а также проявление сигнала N—СН3-
группы в ЯМР-спектре в слабом поле позволили предположить, что
основание является N-окисью. При восстановлении III цинком в серной
кислоте при комнатной температуре получили коридин.
Таким образом, основание III является ранее не описанной в
литературе N-окисью коридина.
Хлороформной экстракцией корней G. fimbrilligerum получила
0,82% суммы алкалоидов (0,64% эфирной и 0,18% хлороформной).

226
С. У. Каримова и др.
Эфирную сумму делили на фенольную и нефенольную части.
Из нефепольной суммы алкалоидов выделили сангвинарин, хелерит-
рин, хелидонин, коридин, протопин и аллокриптопин. Из фенольной
части — изокоридин, коридин, N-метиллиндкарпин, глауфин [3], изо-
болдин и N-метилкоклаурин.
ЭКСПЕРИМЕНТАЛЬНАЯ ЧАСТЬ
Для хроматографирования использовали силикагель марки КС1\,
для ТСХ применяли системы растворителей: 1) бензол — этанол (9 : 1),
2) хлороформ — этанол (4: 1).
УФ-спектры снимали на спектрофотометре «Hitachi» в этаноле,
ЯМР-спектры в CDC13 — на приборе JNM-4H-100/100 МГц с ГМДС в
качестве эталона (б-шкала), масс-спектры — на приборе MX-1303.
Выделение и разделение суммы алкалоидов. 13 кг надземной части
растения G. fimbrilligerum экстрагировали хлороформом. Провели 10
сливов. Из объединенного сгущенного экстракта обычным методом
выделили 66,35 г суммы алкалоидов (53,76 г эфирной и 12,59 г
хлороформной). Эфирную сумму делили на фенольную (14,12 г эфирной и
0,31 г хлороформной) и нефенольную (39,33 г) части.
Из нефенольной части обработкой метанолом получили смесь
кристаллов (8,48 г), из которой дробной кристаллизацией выделили 2,54 г
протопина (т. пл. 205—206°) и 5,90 г аллокриптопина (т. пл. 157—158°).
Из маточника обработкой метанолом выделили 9,39 г ( + )-коридина
(т. пл. 148—149°). Оставшийся маточник (21,46 г) хроматографировали
на колонке с силикагелем (1 :30). В качестве элюента использовали
хлороформ и смесь хлороформ — этанол в различных соотношениях.
Из хлороформных элюатов выделили 0,062 г дигидросангвинарина,
0,071 г ( + )-хелидонина (т. пл. 216—217°), 0,065 г дегидрокоридина
(аморфный), 0,12 г сангвинарина (т. пл. 240—241°) и 0,083 г хелеритри-
на (т. пл. 206—207°). Из фракций 99,5:0,5 получили 5,20 г ( + )-кори-
дина, а из 98 : 2 и 96 : 4 — 3,89 г протопина и 3,61 г аллокриптопина.
Фенольную эфирную сумму хроматографировали на колонке с
силикагелем. Алкалоиды элюировали хлороформом, смесью хлороформ —
этанол 200 : 1, 99 : 1, 98 : 2, 96 : 4, 9 : 1, 4 : 1.
Из хлороформной фракции выделили 0,05 г (—)-изокорипальмина
(т. пл. 231—232°), 0,158 г (-г)-глауфидина, 0,085 г ( + )-изокоридина
(т. пл. 183—184°), 7,89 г ( + )-коридина.
Из фракций 200 : 1 и 99 : 1 получили дополнительно 0,32 г кориди-
на и 0,033 г (—)-скулерина (т. пл. 191 — 192°). Из фракций 98 : 2 —
0,09 г ( + )-Ы-метиллиндкарпина (т. пл. 197—198°), 0,30 г ( + )-изобол-
дина (т. пл. 125—126°), 0,23 г (т-)изокоритуберина. Из фракции 96:4
выделили 0,035 г ( + )-норизокоридина. Из этой же фракции получили
( + )-ретикулин (0,032 г; масло) и (—)-N-метилкоклаурин (0,053 г, т. пл.
132—133°). Из фракций 9 : 1, 4 : 1 — 0,06 г ( + )-норкоридина и 0,11 г
( + )-М-окиси коридина.
Хлороформную сумму алкалоидов (12,59 г) хроматографировали на
колонке с силикагелем. Из хлороформных фракций выделили 6,23 г.

Алкалоиды Glaucium imbrilligerum
227
( + )-коридина и 0,52 г ( + )-глауфидина. Из фракций хлороформ —
этанол (9:1,4:1) получили 0,125 г глаунина и 0,09 г глаунидина (т. пл.
230—232э).
Дигидросангвинарин, т. пл. 187—188° (метанол), масс-спектр:
т/е 333 (М+), 332 (100%)- ЯМР-спектр: трехпротонный синглет при
2,55 (N—СН3), двухпротонные синглеты при 4,13 (>СН2); 5,95
(СН202), однопротонные синглеты при 7,03 и 7,62, однопротонные
дублеты при 6,79; 7,23; 7,42; 7,63 м. д. (J=8 Гц).
Гидрирование дегидрокоридина. 20 мг дегидрокоридина в 2 мл
уксусной кислоты гидрировали по Адамсу 6 ч. Кислый раствор после
отделения катализатора подщелачивали 25%-ным раствором аммиака
и продукт восстановления извлекали хлороформом. После отгонки
растворителя получили продукт с т. пл. 147—148°, идентичный кориди-
иу по ТСХ и ИК-спектру.
Метилирование изокоритуберина. К 30 мг изокоритуберина в 3 мл
абсолютного метанола добавили эфирный раствор диазометана. Через
сутки смесь упарили досуха и получили продукт, идентичный корн'дину.
Норизокоридин, [а]л+168° (с 0,40; метанол) УФ-спектр: Яшах 220,
270, 308 нм (lge 4,34; 3,84; 3,46). Масс-спектр: т/е 327 (М+), 326, 312,
310, 298, 296, 253, 163,5 (М++). ЯМР: 3,67 (ОСН3), 3,85 (20СН3), 6,81 и
7,03 (д, J=8 Гц), 6,64 м. д. ¦
Метилирование норизокоридина. 20 мг норизокоридина в 2 мл
смеси Крейга (0,25 мл 25% СН20 и 25 мл СН3ОН) перемешивали в
течение 1,5 ч. Затем добавили 0,32 г боргидрида натрия и продолжали
перемешивание в течение 1 ч; добавили 5 мл ацетона и через 45 мин
раствор упарили досуха. Остаток растворили в 15 мл 2%-ного раствора
КОН и продукт реакции экстрагировали эфиром. Растворитель
упарили и получили продукт, идентичный изокоридину по ТСХ и масс-спектру.
Норкоридин, [а]л +156° (с 0,43; метанол). УФ-спектр: Ятах 223, 270,
310 нм (lge 4,36; 3,81; 3,40). Масс-спектр: т/е 327 (М+), 326, 312, 310,
298, 296, 253, 163,5 (М++). ЯМР: 3,67 (ОСН3), 3,88 (20СН3), 6,87 и
7,16 (д, J=8 Гц), 6,64 м. д.
Метилирование норкоридина. 20 мг норкоридина метилировали по
Крейгу, как описано выше, и получили продукт, идентичный коридину.
Ретикулин, \a]D +47,36° (с 0,32; метанол). УФ-спектр: ЯШах 286 им
(lge 4,10). Масс-спектр: т/е 329 (М+), 192 (100%), 178. ЯМР: 2,43
(N—СНз), 3,78 (20СН3); 6,23; 6,52; 6,68 м. д. (5Аг—Н).
N-окись коридина, [a]D +154° (с 0,79; метанол).
Восстановление N-окиси коридина. К 30 мг вещества в 5 мл 10%-
ного раствора серной кислоты добавили циик. Через двое суток кислый
раствор подщелочили 25%-ным раствором аммиака и экстрагировали
хлороформом. После отгонки растворителя получили продукт,
идентичный коридину.
Выделение и разделение суммы алкалоидов из корней. Из 1 кг
корней обычной хлороформной экстракцией получили, 6,39 г эфирной и
1,81 г хлороформной суммы алкалоидов. Эфирную сумму делили на
фенольную (1,12 г) и нефенольную (5,27 г) части.
При обработке метанолом нефенольной суммы алкалоидов
получили смесь кристаллов (3,31 г), из которой дробной кристаллизацией
из смеси метанол — хлороформ выделили 2,55 г протопина и 0,60 г
аллокриптопина. Оставшийся маточник хроматографировали на
колонке с силикагелем (1 : 30). Алкалоиды элюировали бензолом и смесью
бензол — этанол. Из бензольных фракций выделили 0,08 г сангвинари-
на, 0,09 г хелеритрина, 0,04 г хелидонина; из фракций бензол — этанол
99 : 1 и 98 : 2 — 0,25 г коридина.

228
А. Г. Друганов и др.
Из фракций 96 : 4 и 9:1 получили 0,32 г протопина и 0,8 г алло-
криптопина. Фенольную эфирную сумму хроматографировали на
колонке с силикагелем (1 :30). Из фракций, элюированных смесью бензол-
этанол 99 : 1, 98 : 2 выделили изокоридин (0,043 г) и коридин (0,34 г), из
фракций 97 : 3 — 0,09 г N-метиллиндкарпина и 0,025 г глауфина. Из
фракций 96 : 4 получили изоболдин (0,08 г), а из 95 : 5 и 9 : 1 — 0,035 г
N-метилкоклаурина.
ВЫВОДЫ
Исследованы надземная часть и корни растения Glaucium fimbril-
ligerum. Из надземной части выделено 22 алкалоида, из которых три —-
d-изокоритуберин, N-окись коридина и дегидрокоридин — оказались
новыми и для них установлено строение.
Норкоридин, норизокоридин, ретикулин из рода Glaucium
выделены впервые, а скулерин и дигидросангвинарин впервые выделены из
данного вида растения.
Из корней G. fimbrilligerum выделено 11 известных алкалоидов.
ЛИТЕРАТУРА
[1] И. А. Иср аилов, С. У. Каримова, М. С. Ю ну сов, С. Ю. Ю ну со в.
Химия природ, соедин., 104 (1979). [2] И. А. И с р а и л о в, С. У. Каримова,
М. С. Ю ну с о в, С. Ю. Ю ну сов. Химия природ, соедин., 475 (1979). ,[3] С. У.
Каримова, И. А. Иср аилов, М. С. Ю ну со в, С. Ю. Ю н у с о в. Химия природ,
соедин., 814 (1978). [4] D. В. М а с L е а п, D. E. F. Gracey, J. К- Saunders,
R. Rodrigo, R. H. F. Manske. Can. J. Chem., 47, 1951 (1969). [5] L. Slavikova,
J. Slavik. Collect. Czech. Chem. Commun., 36, 2385 (1971). [6] J. S 1 a v i k. Collect.
Czech. Chem. Commun., 33, 323 (1968). [7] A. X. Юнусов, И. А. Иср аилов.
Химия природ, соедин., 538 (1974). [8] А. Каримов, М. В. Тележенецкая,
К. Л. Лутфулин, С. Ю. Юнусов. Химия природ, соедин., 419 (1978). [9]
Т. Macao, К. Муцуо. J. Pharmac. Soc. Japan, 85, 17 (1965); РЖХимия, 9Ж, 523
(1966). [10] Н. Guinaudeau, M. L e b о е u i, A. Cave. Lloydia, 38, 275 (1975).
[И] А. Н. Jackson, J. A. Martin. J. Chem. Soc, С. 2222 (1966).
Ордена Трудового Красного Знамени Поступило
Институт химии растительных веществ 28. I 1980 г.
АН УзССР
Ташкент
УДК 547.992 + 543.544
ПРИМЕНЕНИЕ ВЫСОКОСКОРОСТНОЙ ЖИДКОСТНОЙ
ХРОМАТОГРАФИИ ДЛЯ РАЗДЕЛЕНИЯ ГИББЕРЕЛЛИНОВ
И РОДСТВЕННЫХ ИМ СОЕДИНЕНИЙ
А. Г. Друганов, Л. И. Деменкова, И. Е. Максимов,
В. А. Ралдугин, В. А. Пентегова
Природные фитогормоны — гиббереллины, обладая сложной
структурой, являются соединениями, близкими друг к другу по своим физико-
химическим свойствам. Поэтому, наряду с изучением их химических
превращений и биологических функций, проводятся интенсивные
исследования по их разделению и анализу. К настоящему времени хорошо
разработаны методы разделения гиббереллинов с помощью
газожидкостной [1], тонкослойной [2] и колоночной хроматографии [3]. Из этих
методов лишь первый применим для количественного анализа малых по
величине образцов, которыми обычно располагает исследователь
эндогенных гиббереллинов растений. Однако метод ГЖХ имеет недостаток,
заключающийся в возможности термического разложения компонентов
образца во время хроматографии. Такого недостатка лишен метод

Высокоскоростная жидкостная хроматография
229
высокоскоростной жидкостной хроматографии (ВСЖХ), поскольку
разделение с его использованием проходит при комнатной температуре.
Метод ВСЖХ был успешно применен для фракционирования цитокини-
нов [4], простагландинов [5] и многих других соединений. Применению
данного метода для анализа гиббереллинов посвящено лишь сообщение
Морриса [6], использовавшего для анализа 4-бромфенациловые эфиры
гиббереллинов. Эти эфиры очень удобны для анализа методом ВСЖХ,
поскольку в жидкостных хроматографах обычно используются УФ-де-
текторы, регистрирующие поглощение в области 254 нм. Для
4-бромфенациловых эфиров характерно сильное поглощение при 256 нм.
Наличие одинаковой поглощающей группы у разных гиббереллинов
может значительно упростить обработку хроматограмм.
В настоящее время нет простого и удобного способа получения
4-бромфенациловых эфиров гиббереллинов. Так, Кросс [7]
воспользовался способом Уме [8] и получил 4-бромфенациловый эфир гибберелли-
на Аз, но в условиях реакции возможна изомеризация гиббереллина А3
в гиббереллин ызо-А3, что и было обнаружено Кроссом в одном из
экспериментов. По способу Дарста [9], использованного Моррисом [6],
в реакцию вводятся калиевые соли гиббереллинов, которые сами по
себе являются труднодоступными из-за склонности некоторых
гиббереллинов к изомеризации.
Мы нашли, что 4-бромфенациловые эфиры гиббереллинов с
количественными выходами получаются по способу, аналогичному тому,
который использовал Мореланд [10] для синтеза 4-бромфенациловых
эфиров уксусной и бензойной кислот. При взаимодействии
гиббереллина с 4-бромфенацилбромидом в растворе ацетона при температуре около
45° в присутствии триэтиламина реакция обычно завершается после
одночасовой выдержки смеси. Этим способом были синтезированы
4-бромфенациловые эфиры гиббереллина А3 (I), З-О-ацетилгибберелли-
на А3 (II), 3,13-ди-О-ацетилгиббереллина А3 (III), гиббереллина А9 (IV)
и дикарбоновой кислоты (V), полученной гидролизом фудженаля (VI).
Фудженаль и соответствующая дикарбоновая кислота являются
спутниками гиббереллинов в смесях метаболитов грибка Fusarium monili-
florme [11] — промышленного продуцента гиббереллинов.
О
i. R-RrH
п. R=Ac,R=H-
m.R = R2=As

230 .4. Г. Друганов и др.
Моррис [6] для разделения 4-бромфенациловых эфиров гибберелли-
нов в качестве неподвижных фаз использовал химически
модифицированные цианопропиловый и октадециловый силикагели, являющиеся
соответственно фазами средней и низкой полярности. Такие химически
связанные фазы малодоступны.
Мы нашли, что в качестве неподвижной фазы для разделения.
4-бромфенациловых эфиров гиббереллинов может быть использована
полярная фаза — мелкозернистый силикагель. Наиболее удобной, мало-
поглощающей в области 254 нм и устойчивой при хранении подвижной
фазой оказалась смесь хлористого метилена и ацетонитрила. Для хро-
матографического разделения эфиров I, II и III на мелкозернистом
силикагеле оптимальным объемным соотношением хлористого
метилена и ацетонитрила является 10: 1. При скорости потока 0,5 мл/мин на
колонке длиной 50 см и диаметром 2,6 мм времена удерживания для
этих соединений равны соответственно 21,0; 11,1 и 7,5 мин. Смесь
соединений IV и V анализировали при добавлении к подвижной фазе
70—80% гексана. При скорости потока 0,5 мл/мин (70% гексана)
разделения не наблюдалось, время удерживания — 13,4 мин. Полное
разделение было получено только при уменьшении скорости потока до
0,2 мл/мин и доведении доли гексана в подвижной фазе до 77%.
Времена удерживания анализируемых модельных соединений составили
при этом 37,9 и 31,0 мин соответственно.
Минимально определимое количество соединения с одной 4-бром-
фенациловой группой составляет около 5 нанограммов, а с двумя —
около 2,5 нанограммов.
ЭКСПЕРИМЕНТАЛЬНАЯ ЧАСТЬ
Хроматографию проводили на жидкостном хроматографе «Perkin-
Eimer 1220» с УФ-детектором (253,7 нм) и колонкой 50 см Х2,6 мм,
заполненной мелкозернистым силикагелем Sil-X-I. Используемые в
работе растворители предварительно перегоняли и фильтровали в
вакууме через стеклянный пористый фильтр.
ИК-спектры сняли для растворов в хлороформе на приборе UR-20,
молекулярные массы и элементный состав синтезированных
соединений определяли методом масс-спектрометрии высокого разрешения на
приборе MS-902. Чистоту веществ и ход реакций получения
4-бромфенациловых эфиров контролировали методом ТСХ на пластинках Siluiol в
системе хлороформ — метанол, 20 : 1.
Зр, 10, 13-Тригидрокси-20-норгибберелл-1, 16-диен-7, 19-диовая
кислота 7-(4-бромфенацил)овый эфир 19, 10-лактон (I). К суспензии 2,92 г
гиббереллина А3 в 30 мл ацетона прилили 1,2 мл триэтиламина и
присыпали 2,50 г 4-бромфенацилбромида. Раствор выдержали 1 ч при
температуре 45°. Реакционную смесь вылили при перемешивании в 200 мл
воды и через 1 ч отфильтровали осадок. Осадок высушили над
фосфорным ангидридом и получили 4,54 г соединения I. Спектральные данные
и температура плавления соответствуют описанным [7].
Зр-Ацетокси-Ю, 13-дигидрокси-20-норгибберелл-1, 16-диен-7,
19-диовая кислота 7-(4-бромфенацил)овый эфир 19, 10-лактон (И). К
суспензии 4,21 г ацетата гиббереллина А3 в 20 мл ацетона прилили 1,68 мл
триэтиламина и раствор 3,17 г 4-бромфенацилбромида в 20 мл ацетона.
Реакционную смесь оставили на ночь, затем раствор упарили досуха.
Остаток растворили в этилацетате, отфильтровали соль, этилацетатный
раствор упарили и получили 6,09 г соединения II; т. пл. 183—185°. ИК-

Высокоскоростная жидкостная хроматография
231
спектр )^р: 1780 (лактон), 1745(0—С=0), 1705 (С = 0), 1670(С = С)
см"1. УФ-спектр Xjaxs0H 256 нм (lgs4, 32). Данные анализа
соединения II отвечали вычисленным. Найдено: М 584 (масс-спектрометрия),
С29Н2908Вг. Вычислено: М 585,4
Аналогично получили Зр, 13-диацетокси-10-гидрокси-20-норгибберелл-
!, 16-диен-7, 19-диовой кислоты 7-(4-бромфенацил)овый эфир 19,
10-лактон (III), т. пл. 164—166°, ИК-спектр a?"xcla :1780 (лактон), 1745
(О—С = 0), 1705 (С = 0), 1670 (С = С) см-1. УФ-спектр л™н 256 нм
(lge 4,29). Найдено: М 626,1151 (масс-спектрометрия), Сз1Н310дВг.
Вычислено: М 626,1158.
Аналогично получили 10-гидрокси-20-норгибберелл-16-ен-7, 19-диовой
кислоты 7-(4-бромфенацил)овый эфир 19, 10-лактон (IV). ИК-спектр
ХшахС'а 1780 (лактон), 1750 (О—С=0), 1705 (С = 0), 1670 (С = С) см-1.
УФ-спектр л^;а",он 256 нм (lge 4,29). Найдено: М 512,1198
(масс-спектрометрия), С27Н29О5ВГ. Вычислено: М 512,1185.
Аналогично получили 1р, Зсс-диметил-lct, 2а-ди((4-бромфенацил)ок-
сикарбонил) -315- (1 агформил-6-метиленбицикло{3.2.1|окт-2сх-1ИЛ) циклогек-
сан (V), т. пл. 145—147,5°. ИК-спектр Я^хс'3: 1745 (О—С = 0), 1705
(С-О), 1680 (С=С) см-1. УФ-спектр Х^он 256 нм (lge 4,54).
Найдено: М 740,0969 (масс-спектрометрия), СзбН3807Вг2. Вычислено:
М 740,0983.
Дикарбоновую кислоту для синтеза соединения V получили
гидролизом 1,69 г фудженаля VI в смеси 40 мл воды и 10 мл тетрагидрофура-
на в присутствии 5 г гидроксида калия в течение 2 ч. Раствор
подкисляли до рН 2, дикарбоновую кислоту экстрагировали этилацетатом.
ВЫВОДЫ
4-Бромфенациловые эфиры гиббереллинов гладко получаются в
ацетоне при обработке кислот триэтиламином и 4-бромфенацил-
бромидом.
Для анализа смесей кислых метаболитов грибка Fusarium monili-
florme в виде 4-бромфенациловых эфиров методом высокоскоростной
жидкостной хроматографии в качестве неподвижной фазы может быть
использован мелкозернистый силикагель.
ЛИТЕРАТУРА
[1] R. В inks, J. MacMillan, R. J. Pryce. Phytochemistry, 8, 271, (1969).
[2] B. D. С a veil, Y. MacMillan, R. J. Pryce, A. C. Sheppard.
Phytochemistry, 6, 867 (1967). [3] D. W. Pitel, L. С V i n i n g, G. P. A r s e n a u 11. Can. J. Bio-
chem., 49, 185 (1971). [4] M. G. С a r n e s, M. L.Brenner, G. R. A n d e r s e n.
J. Chromatogr., 108, 95 (1975). [5] B. B. Wheals, J. Jane. Analyst, 102, 637 (1977).
[6] R. O. Morris, J. B. Zaerr. Anal. Lett., 11, 73 (1978). [7] J. H. В a t e s о n,
B. E. Cross. J. Chem. Soc, Perkin, Trans, 1, 2409 (1974). [8] E. O. U m e h.
J. Chromatogr., 56, 29 (1971). [9] D. D u r s t, M. M i 1 a n o, E. J. Kitka, Jr.,
S. A. Connelly, E. G r u s h k a. Anal. Chem., 47, 1797 (1975). [10] W. T. More-
land. J. Org. Chem., 21, 820 (1956). [11] B. E. Cross, R. H. B. Gait, J. R.
Hanson. J. Chem. Soc, 5052 (1963).
Новосибирский институт органической химии Поступило
Сибирского отделения 16. I 1980 г.
АН СССР

232 И. К. Шпрунка и др.
УДК 577.155.32.04
ВОССТАНОВИТЕЛЬНОЕ АЛКИЛИРОВАНИЕ L-АСПАРАГИНАЗЫ
Е. COLI.
И. К. Шпрунка, Л. Я. Биндука, Т. В. Шидловская, Р. А. Жагат
Биологические свойства противолейкозного средства — фермента
L-аспарагиназы — определяются главным образом его аспарагинамидо-
гидролазной активностью, поэтому важно всесторонне изучать
зависимость каталитической функции от физико-химического состояния
белковой молекулы фермента. Удобным инструментом для этих целей
является химическая модификация, в частности восстановительное алкилиро-
вание аминогрупп белка. Следует ожидать, что реакционная способность,
пространственное и электронное строение карбоксильных агентов
повлияют не только на глубину модификации и каталитическую активность, но
и на изоэлектрическую точку, рН-оптимум каталитического действия,,
термоустойчивость, внутрибелковые гидрофобные взаимодействия и др.
Восстановительное алкилирование L-аспарагиназы проводили без
выделения промежуточных шиффовых оснований. В тождественных
условиях реакции с различными агентами достигается разная глубина
модификации, которая, очевидно, определяется реакционной
способностью, пространственным объемом и электронным строением
альдегидов:
Модификация
L-аспарагиназы
Аденил-Ид-этил
б-Меркаптопуринил-Ng-
этил-
л-Диэтиламинобензил-
Урацилен-Ь^-этил-
Оксиэтил-
5-Нитрофурфурил-
f-Пиколил
Нативный фермент
Удельная каталитическая активность алкиласпарагиназ зависит
от глубины модификации. В частности, применение
пиридина-альдегида привело к образованию 10 у-пиколиламинолизиновых группировок
на субъединицу, что сопровождалось потерей 50% каталитической
активности. Тот же уровень инактивации мы наблюдали в результате
тринитрофенилирования 8 Lys остатков на субъединицу. Как известно,
рК моноалкиламиногрупп только на 0,1—0,7 рН единиц выше рК
первичных аминогрупп [1] Lys и, следовательно, восстановительное
алкилирование лишь слабо повышает изоэлектрическую точку
L-аспарагиназы. Исключением оказалась 5-иитрофурфуриласпарагиназа, изо-
электрическая точка которой сильно понижена вследствие
электроотрицательного эффекта нитрогруппы и все полосы модифицированного
белка при электрофокусировке располагаются тесной группой при рН
4,6—4,8, напоминая единственную диффузную полосу в области р!
5,0—5,1 ТНФ**-аспарагиназы (глубина модификации 2—3 остатка Lys
на субъединицу).
Число
модификаций на
субъединицу*
Неопр.
2
1
3
3
Неопр.
10
0
Удельная
активность МЕ\мг
белка
129
128
127
122
118
116
93
184
PI
главной зоны
5,43
5,48
5,44
5,46
5.42
4.70
5,43
5.40
* По данным аминокислотного анализа.
* ТНФ — тринитрофенилгруппа.

Восстановительное алкилирование L-аспарагиназы Е. coli
233
Для модифицированных L-аспарагиназ характерна повышенная
устойчивость при хранении и термостабильность по сравнению с натив-
ным ферментом [2, 4].
Введение, гетерилалкильных группировок оказывает некоторое
стабилизирующее влияние на фермент (рис. 1, 2). Данные термодена-
Время, мин
Рис. 1. Стабильность растворов алкиласпарагиназ при 37°, концентрированных
раствором 1 мг белка/мл 0.05М K-Na-фосфатного буфера, рН 7,2, содержащего 0,1 М NaCl;
1—7-пиколиламиноаспарагиназа; 2 —6-меркаптопуринил-^-этиламиноаспарагиназа; 3—урацил-N!-
этиламиноаспарагиназа; 4 —оксиэтиламиноаспарагиназа; 5—нативная Z-аспарагиназа Е. coli; 6—п-АЯ-
этиламинобензиламиноаспарагиназа; 7—аденид-К9-этиламиноаспарагиназа.
турации алкиласпарагиназ свидетельствуют в пользу того, что
дополнительные остатки в производных белка могут вступить в протеиновые
гидрофобные взаимодействия, укрепить их и тем самым
стабилизировать фермент, при этом эффект
обратно пропорционален глубине
модификации [5].
Для некоторых образцов мы
наблюдали всплеск каталитической
активности после 5—15 мин
разогрева (см. рис. 1, 2). Вероятно,
первоначально под воздействием
температуры образуется каталитически
более выгодная форма молекулы*
фермента, которая создает так
называемый кажущийся
температурный оптимум [6]. Эта форма может
закрепиться благодаря
возникновению новых дополнительных
гидрофобных взаимодействий, как,
очевидно, это происходит в случае
п-диэтиламинобензиласпарагиназы.
Нативный фермент
L-аспарагиназы Е. coli каталитически активен
при рН 5—10,5, т. е. в широких
пределах ионизационных состояний
белка (рис. 3), и имеет максимум
при рН 8,5. Химически модифицированный белок обыкновенно
представляет собой набор молекул различной глубины модификации, для
которого аналитически определена усредненная степень модификации.
Если оптимальные ионизационные состояния отдельных молекул
достаточно близки, то наблюдаем некоторый сдвиг в рН-зависимости
каталитической активности. Однако образование б-меркаптопуринил-Ng-
60
Время, mm
Рис. 2. Стабильность растворов
алкиласпарагиназ при 55°, концентрированных
растворов 1 мг белка/мл 0,05 М K'-Na-
фосфатного буфера, рН 7,2,
содержащего 0,1 М NaCl:
1—7-пиколиламиноаспарагиназа; 2 —
нативная Z-аспарагиназа Е. coli; 3 — оксиэтиламино-
аспарагиназа; 4—6-меркаптопуринил-^-этилами-
ноаспарагиназа; 5—аденил-М9-этиламиноаспара-
гиназа; 6—урацил- ^-этиламиноаспарагиназа;
7 — я-диэтиламииобензиламиноаспарагиназа.

234
И. К. Шпрунка и др.
этнламиноаспарагиназы ведет к резкому изменению оптимального
ионизационного состояния фермента, которое проявляется в виде второго
максимума активности при рН 10.
Аминокислотный анализ* показал, что только в случае
взаимодействия L-аспарагиназы с урацил-Мрацетатальдегидом можно предпо-
Рис. 3. Зависимость активности L-аспарагиназы от рН среды (0,04 М универсальный
буфер смеси фосфат—ацетат—борат NaOH—0,1 М NaCl)":
Z-нативная I-аспарагиназа Е. coli; 2—урацил-Г^-этиламиноаспарагиназа;
этиламиноаспарагиназа.
3—б-меркаптопурил-No-
Lys
22,8
(24)**
22,3
21,4
21,2
20,3
13,1
1,7
Leu
23 1
(24)**
22,7
24,1
17,5
22,9
22,4
22,7
Ik
8.2
(11)**
6,7
6,9
5,8
7,1
8,2
8,5
Val
23.4
(29)*
17,2
19,6
17,5
18,7
22,4
22,8
лагать модификацию N-концевого Leu, так как в этом препарате
наблюдаем уменьшение содержания Leu на 5,6 остатка на тетрамер:
Модификация L-аспарагиназы
Нативный фермент
л-Диэтиламинобензил-
6-Меркаптопуринил-М9-этил-
Урацилил-Мгэтил-
Оксиэтил-
7-Пиколил-
Тринитрофенил
Во всех случаях восстановительного алкилирования наблюдали
некоторое понижение содержания Val и Не при проведении
аминокислотного анализа идентично анализу нативного белка. Это является
косвенным указанием на увеличение компактности гидрофобных
участков белка вследствие восстановительного алкилирования,
требующих более жестких условий для полного гидролиза. Это наблюдение
хорошо согласуется с приведенными выше данными по
термоустойчивости препаратов.
ЭКСПЕРИМЕНТАЛЬНАЯ ЧАСТЬ
Использовали I-аспарагиназу Рижского завода медицинских
препаратов Института органического синтеза АН ЛатвССР с удельной
активностью 180 МЕ/мг белка.
Восстановительное алкилирование проводили по видоизмененной
методике [5]: в раствор L-аспарагиназы конц. 15 мг/белка/мл в 0,1М
Na-боратном буфере рН 9,0 внесли при перемешивании соответств'ую-
**0пределен после 24 ч гидролиза в стандартных условиях.
** Рассчитано по данным анализа после 72 ч гидролиза образца.

Восстановительное алкилирование L-аспарагиназы Е. colt
235
щий альдегид до конечной концентрации 1%. Перемешивали 15 мин
при комнатной температуре, затем добавляли равный объем водного
раствора NaBH4 конц. 2 мг/мл, перемешивали 30 мин и повторно
добавляли порцию восстановителя. Через 20 мин ставили на диализ
против 3X100 объемов бидистиллята. После 36 ч диализа образец
концентрировали до исходного объема, посыпая диализный мешочек
сухим полиэтиленгликолем с мол. весом 40 000.
Гидролазную активность L-аспарагиназы и ее алкилпроизводных
определяли прямой несслеризацией по предложенной нами ранее
методике [7].
Концентрацию определяли методом Лоури [8] или спектрофотомет-
рически на приборе Specord UV-VIS (ГДР) с использованием
коэффициента поглощения для аспарагиназы D '78^ы =0,71 ±0,02 [9].
Аминокислотный состав определяли по общепринятой методике [10] в
ускоренном варианте на аминокислотном анализаторе 6020 А (ЧССР).
Для определения термоустойчивости образцы алкиласпарагиназ
инкубировали при концентрации 1 мг белка/мл в 0,05 М K-Na-фосфат-
ном "буфере рН 7,2, приготовленном в 0,1 М NaCl при 37 и 55°. Пробы
на определение каталитической активности отбирали на 0, 5, 10, 30 и
60 мин инкубации.
рН-Зависимость гидролазной активности устанавливали в 0,04 М
универсальной буферной смеси фосфат — ацетат — борат — NaOH—
0,1 М NaCl, активность фермента определяли через каждые 0,5
единицы рН в интервале рН от 3,0 до 11,5.
Изоэлектрическую точку (pi) образцов аспарагиназы определяли
по расположению главной зоны электрофокусирования в тонком слое
(140x100x1 мм) 5%-ного полиакриламидного геля, содержащего 2%
амфолица рН 4—6 KB (Швеция) согласно методике [11] при
напряжении поля 20 В/см в течение 48 ч.
Исходные альдегиды предоставил М. Ю. Лидак. Аминокислотные
анализы провел В. М. Грищенко.
ВЫВОДЫ
Восстановительное алкилирование в зависимости от химической
природы алкилирующего агента не изменяет или увеличивает
термоустойчивость L-аспарагиназы, но влияет на рН-оптимум и
каталитическую активность фермента. Эта модификация практически не
оказывает влияния на изоэлектрическую точку белка.
ЛИТЕРАТУРА
[I] G. Е. Means, R. E. F е е п е у. Chemical Modifications of Proteins. Holden—
Day Ins., p. 130 (1971). [2] R. E. H a n d s chu m a ch e r. Colloq. Int. Cent. Nat. Rech.,
Sci., N 197. Paris. 377 (1971). [3] А. С. К а р с а ке в ич, Р. А. Ж а г а т. Микробиол.
пром-сть, № 8. 23 (1973). [4} А. С. К а р с а ке в ич, В. Ю. С о н, Р. А. Ж а г а т.
Химия, природ, соедин., 639 (1976). [5] М. A. S h a t s k у, Н. С. Но, J. H. С. Wang.
Biochim. Biophys. Acta, 303, 298 (1973). [6] А. С. Циперович. Ферменты. Киев,
47 (1971). [7] Р. А. Жагат, И. К. Шпрунка, И. А. Э й д у с, И. А. Вика,
Д. Я. Дайя, Изв. АН ЛатвССР, сер. хим., № 1, 73 (1972). [8] О. Н. L о w r у,
V. I. Roseborough, A. L. F a r r, R. J. Randal. J. Biol. Chem., 193, 265 (1951).
[9} В. H. Frank, A. H. Рек a r, A. J. Ver os, P. P. К. Ho. J. Biol. Chem., 245, 3716
(1970). [10] D. H. Spackman, W. H. Stein, S. Moore. Anal, Chem., 30, 1190
(1958). [11] M. P. Бука, М. А. Гейдан, Р. А. Жагат. Химия природ, соедин.,
248 (1972).
Ордена Трудового Красного Знамени Поступило
Институт органического синтеза 29. X 1979 г.
АН ЛатвССР
Рига

236
Э. И. Чупка, Т. М. Рыкова
УДК 634.0813.11.541.14/15
ИЗМЕНЕНИЕ КОНЦЕНТРАЦИИ СВОБОДНЫХ РАДИКАЛОВ
ПРИ ФОТОЛИЗЕ ЛИГНИНА
Э. И. Чупка, Т. М. Рыкова
Исследования в области фотохимии хромофоров лигнина
объединяют проблемы, связанные с изменением цветности целлюлозных
материалов за счет фотохимических превращений хромофоров лигнина,
позволяют оценить возможности фотоинициированной прививки
различных мономеров с целью модификации свойств целлюлоз и
существенно дополняют наши знания о защитной роли фенольных
соединений камбиального слоя от радиации.
Мы изучали динамику изменения концентрации электронных
парамагнитных центров (ЭПЦ) в лигнине Бьеркмана при фотовзаимо-
1й
А-Ю, спин/г
Рис. 1. Изменение концентрации ЭПЦ в лигнине при фотовозбуждении
различными длинами волн:
;-Х50%=490 нм; 2-435; 3-320; 4-290; i—250: 6-220; 7-195 нм (С-световая, T-темно вая
стадия),
действии отдельными участками спектра лампы ДРЛ-1000,
выделяемыми с помощью жидкостных фильтров на твердых препаратах, и
изменение концентрации ЭПЦ при фотолизе лигнина и некоторых
модельных соединений в растворе (этиловый спирт — диоксан, 1:1) с
использованием излучения лазера ЛГИ-21 (А,ВОзб=337 нм).
При анализе сухих препаратов лигнин Бьеркмана сосны
помещали в кварцевый капилляр и облучали светом лампы ДРЛ-1000 через
фильтры. Изменение концентрации ЭПЦ определяли с использованием
электронного парамагнитного анализатора ЭПА-2М. Концентрацию
свободных радикалов определяли по формуле
N, =¦¦ N
h -нг
(спин/г),
где /,. и #„
I • М
ЭТ Э1
¦ интенсивность и напряженность сигнала ЭПР
исследуемого образца, отн. ед.;

Изменение концентрации свободных радикалов
237
/эт и Нэт — величины для эталона соответственно;
Л'эт — концентрация ЭПЦ для эталона;
m — масса исследуемого образца, г.
Световая стадия (С) характеризуется относительно быстрым
накоплением ЭПЦ в твердых препаратах лигнина до некоторой
предельной концентрации, которая, как и
интенсивность сигнала, возрастает с
понижением длины волны
возбуждающего света (рис. 1).
Спектр ЭПР представляет собой
синглет с АН в пределах от 8 до
12 Э (рис. 2).
В темновой стадии (Т)
наблюдается медленная «гибель» ЭПЦ во
времени (лишь по истечении суток
концентрация ЭПЦ в препаратах до-
Рис. 2. Спектр ЭПР исходного (7) и
облученного (2) лигнина Бьеркмана.
МЮэ
стигала первоначального значения). Вероятно, процесс образования
ЭПЦ при фотолизе лигнина в твердой фазе обратим, или предельно
достигаемая концентрация ЭПЦ отражает стационарное значение,
обусловленное равенством скоростей образования и «гибели» ЭПЦ.
Процесс «гибели» ЭПЦ в темновой стадии описывается кинетическим
уравнением второго порядка, о чем свидетельствует наличие линейной
зависимости в координатах l/Nx=f(%).
Таким образом, уменьшение концентрации ЭПЦ в темновой
стадии, по всей вероятности, обусловлено не дезактивацией триплетных
состояний хромофоров (процесс первого порядка), а медленной,
осложненной пространственными эффектами в твердой матрице,
рекомбинацией радикалов в продуктах фотохимических реакций.
Фотолиз модельных соединений — ванилинового спирта, ванилина,
изоэвгенола, гваякола, бензохинона — сопровождался изменением
хромофорного состава, однако в условиях эксперимента образования ЭПЦ
не отмечалось. Не наблюдалось непосредственно и изменения
концентрации ЭПЦ при фотолизе лигнина и модельных соединений в растворах
диоксан — этиловый спирт (1 : 1), диметилсульфоксида, диоксана, диме-
тилформамида, гексаметапола при облучении светом от лазера
ЛГИ-21.
Трудно предположить, что фотолиз лигнина в растворах идет,
минуя стадию образования ЭПЦ, т. е. в качественно ином направлении,
нежели в твердом состоянии. Однако о протекании радикальных
процессов при фотолизе лигнина и реакционной способности отдельных
модельных соединений в радикальных реакциях в растворах можно
судить по убыли концентрации стабильного к действию света данной
частоты радикала, используемого в качестве спинового зонда [1]. Как
спиновый зонд мы использовали азотокисный радикал (радикал
Розанцева):

238
Э. И. Чупка, Т. М. Рыкова
Концентрация ЭПЦ данного радикала в исследуемом временном
интервале в растворе (этиловый спирт — диоксан, 1:1) при облучении
Явозб=337 нм (лазер ЛГИ-21) остается неизменной, что
свидетельствует о его стабильности. Добавление в раствор нитроксильного
радикала бензохинона, ванилина, розоловой кислоты (хинонметида),
образцов лигнина приводит при облучении к уменьшению интенсивности
стабильного радикала с сохранением формы сигнала (триплет с
соотношением интенсивностей 1:1:1).
Эффект «тушения» определяется концентрацией и видом
добавленного акцептора и наблюдается только при облучении смеси. (В конт-
ЗРп К-2,3,шн1
1,0
0,9
0,7
0,5
J,3
V
^v-^ *
\ ^^^--»-^
- V\ \
\ V
. \V3
""^-/.7
"" ¦ из
^^7:?
10
t,MUH
Рис. 3. Относительное изменение интенсивности сигнала ЭПР при фотолизе во времени
при различных концентрациях ванилина.
Рис. 4. Зависимость Л'эф тушения сигнала стабильного радикала от концентрации
' акцептора.
1 — б.снзохинон; 2 — ванилин; 3 — розоловая кислота; 4 — лигнин Бьеокмана' 5 — нятппнний
лигнин. ( CR. -концентрация стабильного радикала, СА -концентрация акцептора) натронный
рольном опыте с добавлением исследованных соединений в темновой
стадии тушения не наблюдается).
На рис. 3 представлено относительное изменение интенсивности
сигнала ЭПР стабильного радикала при фотолизе во времени при
различных концентрациях ванилина в смеси. Аналогичные
зависимости получены и для других исследованных соединений. Результаты
показывают, что фрагменты, содержащие карбонильную группу (как
известно, группировку, легко переходящую в триплетное состояние),
хиноны и препараты лигнинов являются в возбужденном состоянии
акцепторами по отношению к спиновому зонду. Изменение
концентрации ЭПЦ радикала Розанцева во времени описывается уравнением
первого порядка, коэффициент пропорциональности (КЭфф)"в котором
зависит от соотношения концентраций радикала зонда и акцептора.
Это дает возможность оценить эффективность тушения сигнала
нитроксильного радикала отдельными акцепторами.
Зависимость константы скорости тушения сигнала ЭПЦ азотокис-
ного радикала от соотношения CR-/CA для исследованных соединений
показана на рис. 4.
Эффективность тушения для отдельных хромофоров значительно
различается и убывает в ряду бензохинон, ванилин, хинонметид
(розоловая кислота), лигнин Бьеркмана, натронный лигнин.

Макромолекулярные модели лигнина
239
Тушение интенсивности сигнала спинового зонда модельными
соединениями сопровождается актом рекомбинации, так как при
прекращении облучения интенсивность сигнала ЭПЦ спинового зонда не
восстанавливается до первоначальной величины.
Таким образом, фотолиз лигнина в твердом состоянии и в
растворе протекает с образованием ЭПЦ, реакционная способность которых
значительно различается для отдельных хромофоров. Для контроля за
образованием ЭПЦ в растворах при фотовозбуждении в качестве
метки может быть использован стабильный радикал Розанцева.
ЛИТЕРАТУРА
[1] Свободные радикалы в биологии, т. I. M., 178 (1979).
Сибирский научно-исследовательский институт Поступило
целлюлозы и картона 3. X 1979 г.
Братск
J-ДК 547.992.3+577.158
ИССЛЕДОВАНИЕ МАКРОМОЛ ЕКУЛЯРНЫХ МОДЕЛЕЙ
ЛИГНИНА, ПОЛУЧЕННЫХ ИЗ ФЕРУЛОВОЙ КИСЛОТЫ
Б. А. Андерсоне, Я- А. Гравитис, П. П. Эриныи
Фенилпропановые единицы, содержащие карбоксильную группу,
обнаружены в составе лигнина осины, бамбука и травянистых [1—3].
Однако Нозу [4], признающий возможность образования свободных
феноксильных радикалов при ферментативном дегидрировании
феруловой кислоты, отрицает дальнейшую их полимеризацию.
Мы провели синтез in vitro макромолекулярного аналога лигнина—
дегидрополимера (ДГП) — на основе феруловой кислоты (ФК) как
субстрата. Синтез осуществили по методу «Zutropfverfahren» [5]
(метод End—wise [6]). Ферментом служила пероксидаза хрена (ЕС
1.11.1.7). В связи с тем, что отдельными исследователями высказаны
предположения [7—9] о необходимости присутствия углеводов при
полимеризации некоторых субстратов, в том числе феруловой кислоты, в
нашем эксперименте в реакционную смесь помещали кусочки
целлофана. Интерес также представляла проверка гетерофазности синтеза
ферулового ДГП, найденного при синтезе других ДГП [10], и
высказанного предположения о том, что рост макромолекулы
осуществляется через субъединицы с одинаковой степенью полимеризации СП~20
[11]. Синтез ДГП и выделение продуктов осуществляли по схеме,
представленной ниже.
Свойства полученных ДГП (EW-1; EW-2; EW-3) сравнивались со
свойствами лигнина механического размола (ЛМР), выделенного из
ели Picea abies.
. При промывании полученного ДГП наблюдается сильная пепти-
зация, для устранения которой в дальнейшем потребовался диализ.
При растворении EW-3 в диметилсульфоксиде (ДМСО) некоторая
часть его (17% от общего количества) осталась нерастворимой.
Неполное растворение в диоксане end—wise ДГП из кониферилового
спирта установили Лай и Сарканен [12]. Макромолекулярные свойства
нерастворимой части EW-3 подлежат дальнейшему исследованию.
Гель-хроматограммы полученных ДГП (рис. 1) указывают на их
близость по молекулярно-массовым свойствам к ЛМР. Mw фракции,.
7-68

240
Б. А. Андерсоне и др.
вычисленные согласно [13], а также найденные при помощи ЭВМ
согласно гауссовскому распределению площади S пиков фракций,
приведены ниже (сефадекс G-75):
ДГП
ЛМР
EW-1
EW-2
EW-3 растворимый
в ДМСО
Высокомолекулярный пик
Jfw
15850
19600
14250
23400
Низкомолекулярный пик,
М:
3710
3460
3110
3110
0,12
0,15
0,12
0,19
Реакционная смесь
Н202 + пероксидаза+ФК+целлофан
Разделение
на две части
Подкисление
НС1
Центрифугирование
Диализ
осадка
Вакуумная
сушка
EW-1
Добавление ФК, Н202
и пероксидазы
I
Фильтрация, удаление
целлофана
Подкисление
НС1
Центрифугирование
Диализ
осадка
Вакуумная
сушка
EW-2
Диализ
осадка
Вакуумная
сушка
EW-3
Растворение
в ДМСО
Центрифугирование
Нерастворимый
EW-3
Схема синтеза и выделения продуктов.
Растворимый
EW-3
Следует отметить условность значения Mw высокомолекулярного
пика в связи с его близостью к объему Vo. Такого рода ошибка
исключена при определении Mw низкомолекулярного пика. Постоянство
значений Mw низкомолекулярных частей полученных ДГП согласуется
с предположением Ваймана и Обияги [11] о росте макромолекул ДГП
из более мелких субъединиц с Mw ЗООО-г-4000. По-видимому, end—
wise механизм, благодаря высокому разбавлению реакционной смеси,

Макромолекулярные модели лигнина 241
обеспечивает сохранение подобия формы олигомерных субъединиц с
их высокой внутримолекулярной циклизацией. Такого рода механизм
образования макроскопических сшитых систем характерен для
синтетических полимеров с ярко выраженной ассоциацией исходных
мономеров [14]. Высокая гидрофобность предшественников лигнина
является причиной предпочтительного взаимодействия «мономер — мономер»
Рис. 1. Гель-хроматограммы (G-75, элюент—ДМСО) лигнина механического размола»
(а) и полученных дегидрополимеров (б —EW-1, в — EW-2, г — EW-3):
/ — экспериментальая кривая, 2 — кривая рассчитанная на ЭВМ согласно гауссовском?
распределению.
по сравнению с взаимодействием «мономер — растворитель». В
объединении субъединиц пероксидаза, очевидно, не принимает прямого
участия в связи со стерическими препятствиями. Так, Нимцу с
сотрудниками [15] не удалось получить смолу из лигносульфонатов с помощью
окислительной системы Н2О2 — пероксидаза, но вполне удалось
синтезировать ее на основе неорганических одноэлектронных окислителей.
Согласно [11], субъединицы и после объединения сохраняют высокую
индивидуальность. Рост количества единиц с Mw 4000 наблюдался при
моделировании деструкции ЛМР в условиях технологических
режимов [11].
Бимодальность распределения подтверждает ранее высказанное
мнение [10] о гетерофазном характере синтеза ДГП. Согласно [16], кри-

242 Б. А. Андерсоне и др.
тическое значение параметра взаимодействия Флори—Хаггинса
определяется выражением
1/2 (1 + 1/СПкр),
где СПКр — значение, при котором полимер выпадает в осадок.
Отсюда при СПкр~20 соответствующий |лкр равен 0,61. Следовательно,
значение для в-растворителя превышено на0,11. По-видимому, кроме
высокого разбавления, гетерофазный характер синтеза, когда при оп-
0,8
0,8'
0,4
0,2
-0,2
-0,4
-0,5
-0,8
.-/ Q I 1 1 1 1 1 i 1 1 1
'* :ззо изо то 15оо то ша 1200 поо woo M
<?, ом''
Рис. 2. Дифференциальные ИК-спектры препаратов ДГП
относительно ЛМР ели:
7-EW-l; 2-EW-2; 3-EW-3.
ределенной СПкр выделяется твердая фаза, также обеспечивает
довольно постоянную СП первоначальных частиц. Не исключено, что быстрому
выпаданию частиц в осадок препятствует поверхностный заряд, о чем
свидетельствует наблюдаемый эффект пептизации.
Дифференциальные ИК-спектры (рис. 2) полученных ДГП
показывают более высокую степень конденсации по сравнению с ЛМР, что
обычно коррелирует со степенью сшивки препарата. Согласно [12],
полосы при 1045 и 1280 см-1 характерны для неконденсированных фенил-
"пропановых единиц, а при 1330 и 1600 см-1 — для сирингильных и
конденсированных гваяцильных единиц. Как видно из рис. 2,
полученные ДГП характеризуются пониженным поглощением при 1045 и
1280 см-1 и повышенным — при 1530 и 1600 см-1 по сравнению с
• ЛМР. Интересно отметить, что лигнин in situ создается наложением
друг на друга end—wise и bulk механизмов [6]. Однако полученные
нами «чистым» end—wise способом полимеры оказываются более bulk
полимерами, чем ЛМР. Полученный end—wise способом ДГП с
применением 'системы! 0,з:—СцС12—пиридин [17] имеет приблизительно
тот же характер изменения дифференциального спектра, что и ДГП,
приведенные в данной работе. По-видимому, по методу Лайя и Сарка-
нена [12] удобно сравнивать препараты, полученные из одного
субстрата, но различными способами синтеза. Однако сравнение разных
препаратов для отнесения вкладов edn—wise или bulk механизмов,
которые сами по себе являются гипотетическими, недопустимо.
Поэтому лучше ограничиться edn—wise и bulk способами синтеза. В
сущности, синтез лигнина in vivo происходит end—wise способом, но
локально высокая подача «насосом» субстратов может обеспечить
реализацию bulk механизма. Не исключено также, что степень
конденсации (доля bulk механизма) как in vivo, так и in vitro в большой сте-

Макромолекулярные модели лигнина
243
пени зависит от электронных эффектов субстратов, т. е. от их
реакционной способности.
Рассмотрение УФ-спектров (рис. 3), снятых в ДМСО, не
показывает качественных различий между синтезированными препаратами.
Длинноволновые полосы ФК образуются за счет перекрывания полос
Ei, В, К (я—>-п*) и R (п—мт*) [18]. Батохромный сдвиг максимума и
увеличение интенсивности у ФК в ДМСО по сравнению с водой связаны
с диполярной природой молекулы ДМСО. ДМСО — «-донорный
растворитель, обладающий основными свойствами и вступающий в
специфическое взаимодействие с растворенным веществом, соответствующее
кислотно-основному взаимодействию по Льюису. Спектр ЛМР
образован за счет сложного
перекрывания полос различных
структурных единиц
макромолекулы [18]. Спектры полученных
ДГП отличаются от спектров
исходного субстрата, а также
от спектра ЛМР. Для
устранения возможного влияния на
УФ-спектр феноксильных
радикалов, застрявших в жесткой
структуре ДГП, отвакуумиро-
ванные препараты
прогревались в течение двух часов при
110°. Однако спектры ДГП,
снятые после их прогрева, не
отличались от исходных. Воз-
Рис. 3. УФ-спектры, снятые в ДМСО:
/ —феруловая кислота (5-10 ^ М);
2-ЛМР ели (2,3-10—4М); J-EW-1 (2,2.10~4
М); 4-EW - 2 (1,9-10-4 М); 5-EW - 3(2,ЗХ
XW-4 М). Л,СМ-70'
растание интенсивности поглощения при переходе от EW-1 к EW-3
свидетельствует об увеличении степени конденсации, которая повышает
вероятность образования сшитых систем. Поглощение в видимой области
света обусловлено длинной цепью сопряжения, п—>-я*-переходами, а
также некоторым вкладом перехода S0—*ТХ [18].
Известно, что температура стеклования Тс характеризует
сегментальную подвижность макромолекулы при переходе от застеклованного
состояния к высокоэластическому. Тс выделенных из древесины
различных сухих препаратов лигнинов находится в интервале 160—180°
[19]. Исследованный с помощью дифференциального сканирующего
калориметра EW-1 не показывает температурных переходов в данной
области. Не наблюдаются также процессы разложения. По данным
ДТА, ДГП, полученный из ФК с применением каталитической
системы СиСЬ — пиридин, начинает разлагаться при 204° [17]. Не
исключено, что температурные переходы не обнаружены в связи с малым
изменением теплового потока в районе Тс, которые находятся за
пределами чувствительности используемого прибора.
А,нм
2S0 300 320 340 360380400 440 480 520
—\ 1 1 1 1 1—1 1 1 1—

244
Б. А. Андерсоне и др.
ЭКСПЕРИМЕНТАЛЬНАЯ ЧАСТЬ
Феруловую кислоту получали конденсацией ванилина с малоновой
кислотой по методу Кневенагеля [20]. Т. пл. 172°.
Лигнин MP выделяли согласно [21].
Синтез ДГП. В круглодонной колбе емкостью 2 л, содержащей
480 мл фосфатного буфера (рН 5,9) и полоски целлофана, растворяли
0,05 г пероксидазы хрена (Reanal, RZ 0,6; активность по о-диазидино-
вому методу 350—500 ед/мг). В течение 90 мин при 25° одновременно
каплями добавляли 800 мл 0,1%-ного раствора субстрата и 680 мл
0,1%-ного раствора перекиси водорода. Во время добавления
компонентов окраска раствора быстро менялась от бесцветной до
коричневато-розовой. После добавления компонентов раствор перемешивали в
течение двух часов, что соответствует методике [22].
В дальнейшем реакционную смесь разделяли на две части. Одну
часть подкисляли соляной кислотой (рН 2). Студнеобразный красно-
коричневый осадок отцентрифугировали (6000 об/мин). После
диализа осадок сушили в вакуумном шкафу при 40° (EW-1). Ко второй
части в течение 90 мин при перемешивании добавляли 0,025 г
пероксидазы, 0,266 г феруловой кислоты и 340 мл 0,1%-ного НгСу По
окончании синтеза раствор фильтровали. Из фильтрата выделяли EW-2
аналогично методике выделения EW-1. Высушенный на фильтре
осадок EW-3 растворяли в ДМСО. Из центрифугата получали
растворимый EW-3, а из осадка — нерастворимый EW-3. Выход продуктов
составляет: EW-1 0,15 г (14%), EW-2 0,17 г (16%), EW-3 0,12 г (11%).
Общий выход ДГП 41% от количества исходной ФК.
Гель-хроматографию осуществляли на сефадексе G-75 на колонке
5X130 мм. Образец — 0,1 мл 0,8%-ного раствора в ДМСО. Vo
определяли синим декстраном (М = 2-106). Mw соответствующих пиков
рассчитывали по формуле Kav = A—В IgMw, где А = 2,9; В=0,065,
согласно [13]. Для расчета Кат от массы собранных фракций перешли
на миллилитры.
ИК-спектры снимали на спектрометре UR-20. Таблетки
прессовали с КВг. Дифференциальные ИК-спектры рассчитывали по методу [23].
УФ-спектры снимали на спектрометре «Specord UV VIS».
Термограммы снимали на дифференциальном сканирующем
калориметре ДСК-2. Скорость сканирования — 12,5° С/мин. Интервал
сканирования — 50-=-230°. Чувствительность прибора при соотношении
сигнал/шум — 1 не ниже Вт 0,3 raW.
ВЫВОДЫ
1. Подтверждена возможность ферментативного синтеза дегидро-
полимера на основе феруловой кислоты.
2. Рост высокомолекулярной части ДГП происходит объединением
субъединиц приблизительно одинаковой молекулярной массы.
3. Гетерофазный характер биосинтеза является одним из
факторов, определяющих постоянство молекулярной массы субъединиц.
4. Полученные ДГП обладают высокой степенью конденсации.
5. По некоторым причинам end—wise способ синтеза может
обеспечить протекание bulk механизма и наоборот.
ЛИТЕРАТУРА
[1]'R. D. Hartley. Phytochem., 12, 661 (1973). [2] R. D. Hartley, E. С
Jones. Phytochem., 15, 1157 (1976). [3] А. А. Героникаки, Г. Н. Д а л и м о в а,
X. А. Абдуазимов. Химия природ, соедин., 216 (1979). [4] Y. N о z u. J. Biochern.,

Макромолекулярные модели лигнина 245
62, 519 (1967). [5] К. Freudenberg, А. С. N е i s h. Constitution and Biosynthesis
of Lignins. Berlin—Heidelberg—New—York, 82 (1968). [6] Лигнины.. Под ред.
К. В. Сарканена, К. X. Людвига. М., 69, 175 (1975). (7] S. M. Siege 1. J. Amer.
Chem. Soc, 78, 1753 (1956). [8] Т. Н i g u с h i. Adv. Enzymol., 34, 207 (1971). [9]
H. Evliya, A. Olcay. Holzforschung, 28, 130 (1974). [10] А. Д. Алексеев,
Т. Сдыков, Н. Н. Шорыгина, В. М. Резников. Химия природ,
соедин., 820 (1971). [11] М. W а у m а п, Т. Y. О b i a g a. Can. J. Chem, 52,
2102 (1974). [12] Yuan —Long Lai, K. V. Sarkanen. Cellulose Chem.
Technol, 9, 239 (1975). [13] А. Д. А л е к с е е в, В. М. Резников, Б. Д. Б о-
гомолов, О. М. Соколов. Химия древесины, № 4, 49 (1969). [14] Т. Е. Li-
pa t о v a. Pure Appl. Chem, 43, 27 (1975). [15] Н. Н. N i m z, J. Q u-
rang, J. Mogharab. Liebigs Ann. Chem, 718, 1421 (1976). [16] Г. П. Глады-
ш е в, В. А. Попов. Радикальная полимеризация, при глубоких степенях
превращения. М, 100 (1974). [17] Я. А. Гравитис, И. А. Столдере. Химия древесины,
№ 5, 68 (1978). [18] Ю. Р. Дзелме, Я. Я. Слежис, Я. А. Гравитис,
Ю. К. Якобсон, П. П. Эриньш. Cellulose Chem. Technol, 13, 175 (1979). [19]
Н. Hatakeyama, J. Nakano. Tappi, 53, 472 (1970). [20] К. Бюлер,
Д. Пирсон. Органические синтезы, т. 2, М, 329, 443 (1973). [21] Я. А.
Гравитис, П. П. Эриньш, X. Ю. 3 е л е р т е, И. А. Столдере, М. Г. Л и е п и н ь ш.
Химия древесины, № 2, 81 (1976). [22] F. Nakatsubo, T. Higuchi. Holzforschung,
29, 64 (1975). [23] А. К. Смилга, П. П. Эриньш, Г. Ф. Закис, М. П. Г а в а р с.
Химия древесины, № 1, 50 (1975).
Ордена Трудового Красного Знамени Поступило
Институт химии древесины 26. XII 1979 г.
АН ЛатвССР
Рига

КРАТКИЕ СООБЩЕНИЯ
УДК 547.917
ПОЛИСАХАРИДЫ POLYGONATUM
III. ВЫДЕЛЕНИЕ И ХАРАКТЕРИСТИКА ПОЛИСАХАРИДОВ P. ROSEUM
А. О. Арифходжаев, Д. А. Рахимов, 3. Ф. Исмаилов
Продолжая исследование углеводов растения рода Polygonatum [1], мы
изучали содержание полисахаридов корневищ, стеблей, листьев P. roseum (L e d e b.)
К u n t h. (купена розовая) и их моносахаридный состав. Для анализа использовали
Содержание полисахаридов и их моносахаридный состав в различных
органах P. roseum (% от веса абсолютно-сухого сырья)
Орган растения
Корневище
Стебли
Листья
Тип полисахаридов
Растворимый в холодной
воде
в горячей воде
Пектиновые вещества
Гемицеллюлоза А-1**
Б-1
А-2
Б-2
Растворимый в холодной
воде
в горячей воде
Пектиновые вещества
Гемицеллюлоза А-1
Б-1
А-2
Б-2
Растворимый в холодной
воде
в горячей воде
Пектиновые вещества
Гемицеллюлоза А-1
Б-1
А-2
Б-2
Выход
харидов
10,0
2,1
2,7
0,6
0 5
0,6
0,7
4,0
1,0
3.8
3,1
2,2
8,7
1,4
7 2
1,5
5,3
3,0
2,3
8,5
1,3
Моносахаридный состав, число углеводных
остатков
Gal
1,0
3,5
60.7
1.6
7,0
Сл.
10,2
31 1
10,9
33,2
7,7
5,6
2,5
1.7
8,2
5,9
12,3
5,0
18,6
4.0
Сл.
Glc
5.2
Сл.
3,6
7,0
1,3
30,4
6,4
Сл.
1,1
Сл.
3,6
2,4
Сл.
2,5
1,0
4,8
6,5
15,7
1,0
Man Xyl Ara | Rham
48,1
2,5
13,3
1.6
3,0
1,0
12,9
96,2
1,4
1,0
Сл.
Сл.
1,0
3,8
31,6
5,8
9,0
1 0
1,0
17,0
Сл.
Сл.*
Сл.
1,0
52,5
35,2
4.2
18,8
1.0
1,0
21,8
83,0
38,1
32,3
18,0
Сл.
1,0
6,3
6.7
49,8
13,5
6,8
2.8
1,3
12,8
2,0
12,3
1,0
2,2
12,3
4,3
42,5
1.0
5,1
1,2
3,7
7,3
5,5
17,5
3 0
29,8
2,5
9,3
Сл.
1,0
7,4
1,0
1.0
Сл.
1.0
2,0
2,8
10.7
1,8
1.0
1,3
1,0
1,0
3 0
14,0
1.4
4,0
1.0
5.7
* Следы.
** Пояснения см. в тексте.
воздушно-сухое сырье, собранное 12 июля 1978 г. на Джунгарском Алатау,
предварительно обработанное хлороформом и спиртом для удаления низкомолекулярных
продуктов. Полисахариды экстрагировали последовательно из одной навески сырья:
водой при комнатной температуре и при 85°, смесью 0,5%-ных растворов щавелевой
кислоты и оксалата аммония (1:1) при 70°.
Водные и кислые экстракты сгущали , полисахариды осаждали 96-градусным
спиртом. Получили соответствующие водорастворимые полисахариды (ВРПС) и
пектиновые вещества (ПВ).

Краткие сообщения
247
Остаток сырья экстрагировали 5 и 17%-ными водными растворами NaOH,
экстракт нейтрализовали СНзСООН. При этом выпал осадок—гемицеллюлозы А-1 и
А-2. Фильтрат диализировали против проточной воды, упаривали, прибавляли два
объема спирта. Получили гемицеллюлозы Б-1 и Б-2.
Гидролизаты (2н. H2SO4, 10 ч., 100°) изучали бумажной хроматографией в
системе бутанол-1—пиридин—вода (6:4:3). Наряду с другими моносахаридами
(таблица) во всех гидролизатах полисахаридов обнаружили наличие уроновой кислоты.
ГЖХ проводили в условиях, описанных в работах [1, 2]
Данные таблицы показывают, что в корневищах преобладают ВРПС, а
стеблях — гемицеллюлоза А-2, а в листьях — ВРПС и гемицеллюлоза А-2. Образцы
полисахаридов не дают цветной реакции с йодом, что указывает на отсутствие глю-
кана типа крахмала.
Более подробно изучали водорастворимые полисахариды, которые очищали
колоночной хроматографией на ДЭАЭ-целлюлозе. Полисахариды, элюируемые водой,
составляют 35—51 % и отличаются от исходных полисахаридов отсутствием уроновых
кислот. Элюат полисахарида из корневищ фракционно осаждали спиртом и
получили четыре фракции (выходы по фракциям, %): I—2,6, II—42, III—6, IV—45.
Фракции II и IV были главными продуктами и оказались гомогенными по гель-
фильтрации на сефадексе G-150. Фракция IV, [а]^ —34,6° (с 1,0; вода), г)отн=1,07
(с 1,0; вода), фракция II, г)отн=23 (с 0,5; вода).
В гидролизатах фракций II и IV идентифицировали маннозу и глюкозу
(основные компоненты) и в незначительном количестве галактозу и арабинозу. В ИК-спек-
трах фракций II и IV имеются полосы поглощения при 1740 и 1250 см"~ (сложно-
эфирная группа).
Таким образом, установлено содержание полисахаридов в различных органах
растения и их моносахаридный состав. Выделены гомогенные фракции
водорастворимых полисахаридов, относящиеся к нативно ацетилированным глюкоманианам.
ЛИТЕРАТУРА
[1] Р. К- Рахмонбердиева, Д. А. Рахимов, А. Джаббаров,
3. Ф. И с м а и л о в. Химия природ, соедин., 3 (1979). [2] Я. И. Яшин. Физико-
химические основы хроматографического разделения. М., 208 (1976).
Ордена Трудового Красного Знамени Поступило
Институт химии растительных веществ 2. XI 1979 г.
АН УзССР
Ташкент
УДК 458.2:547.584:547.582.2
ХИМИЧЕСКИЙ СОСТАВ ЖЕЛТОГО САХАРА
I. ВЫДЕЛЕНИЕ EHC-(2R (—)-2-ЭТИЛГЕКСИЛ) ФТАЛАТА
Е. А. Черных, А. А. Семенов
В промежуточном технологическом продукте производства сахара из свеклы
и сахарного тростника, так называемом желтом сахаре содержатся вещества,
обусловливающие ряд интересных биологических свойств. Желтый сахар обладает анти-
кариесным, гипохолестеринэмическим и гипогликемическим действием, уменьшает
свертываемость крови и проявляет свойства адаптогена [1J. В связи с этим мы
заинтересовались химическим составом желтого сахара в надежде связать
указанные биологические эффекты с определенными химическими структурами. В настоящем
сообщении описывается идентификация наименее полярного ингредиента.
Использовали тростниковый желтый сахар, полученный с Приморского
сахарного комбината. Двукратной кристаллизацией из 60%-ного метилового спирта
удаляли основное количество сахарозы. Сгущенный маточник дважды последовательно
обрабатывали раствором гидрата окиси бария и углекислым газом для отделения
добавочного количества сахара в виде труднорастворимого бариевого сахарата. При
упаривании раствора, полученного после фильтрации от сахарата и карбоната бария,
получали концентрат веществ, сопутствующих сахарозе в желтом сахаре. Их
содержание составляло 20—25% от веса исходного продукта. Эту смесь растворяли в воде
н наносили на колонку с анионитом в ОН—-форме.
Элюцию производили водой и 1%-ной уксусной кислотой. Объединенные элюаты
упаривали до небольшого объема и экстрагировали бензолом. В бензольной вытяжке
преобладал один компонент, который очищали хроматографией на силикагеле (элю-

248
Краткие сообщения
ция бензолом) с последующей перегонкой в вакууме. Получили маслянистую
бесцветную жидкость состава С24Н38О4 с т. кип. 155—160° (5-10~2 mm),/Zq° 1,4850,
[а]д°—23,7° (с 11, 19; гексан), содержание в желтом сахаре до 0,03%.
ИК-спектр в жидкой пленке показывал наличие сложноэфирной группы
(1730 см""1) и ароматического ядра (758, 1590 и 1605 см-1). Масс-спектр содержал
ряд интенсивных ионов, происхождение которых следовало из наличия метастабиль-
ных пиков: 390 (М+)^279 (200,5*) -> 167 (100*) ->¦ 149 (80*), 279^149 (132,9*),
390->-132 (44,9*) пг/е. Интенсивные ионы 167, 149 (100%) и 132 указывают на
структуру о-фталата [2].
Природу спиртовой составляющей установили при рассмотрении спектра ПМР,
снятого в ССЦ с добавкой сдвигающего реагента (Eudpm3). Ароматическая часть
спектра состояла из двух двухпротоиных сигналов, подтверждающих фрагмент
о-фталата. Алифатическая часть содержала четырехпротонный дублет (J = 3 Гц)
метиленовых групп, входящихся в структуру ОСНгСН. К метиновой группе этого
фрагмента присоединен этильный радикал (СН2 — квинтет, J = 3 и 2 Гц; СН3 —
триплет, J=3 Гц) и алифатическая цепь, оканчивающаяся второй этильной группой
(СН3—искаженный триплет, J = 4 н 2 Гц).
Сопоставление всех приведенных данных позволило приписать выделенному
веществу структуру бис-(2-этилгексил)фталата.
Восстановление этого соединения алюмогидридом лития в эфире привело к
образованию левовращающего 2-этилгексанола с [а]р—4,1° (с 46,65; бензол).
Конфигурация (—)2-этилгексанола была скоррелирована с (—)3-метилгептаном [3, 4].
Согласно правилам Чугаева, знак вращения плоскости поляризации света последним
должен быть одинаковым с 3-метилгексаном, абсолютная конфигурация которого
надежно установлена [5] Исходя из этого, выделенный изооктиловый спирт должен
быть 2R (—)-2-этилгексанолом. Это свидетельствует о его происхождении и
исключает предположение о технологическом загрязнении.
Этот сложный эфир содержится также в тростниковой мелассе, откуда может
быть экстрагирован бензолом и очищен описанным выше способом.
Снять масс- и ПМР-спектры и интерпретировать их помогли В. Ю. Витков-
ский и И Д. Калихман.
ЛИТЕРАТУРА
[1] И. И. Брехман, И. Ф. Нестеренко, Э. И. X а с и н а, П. 3. 3 о р и-
ков. Вопросы питания, № 6, 69 (1979). [2] Г. Будзикевич, К. Джерасси,
Д. Уильяме. Интерпретация масс-спектров органических соединений. М., 246
(1966). [3] P. Levene, A. A. Rothen, G. M. Meyer, М. Кипа, J. Biol. Chem.,
115, 401 (1936). [4] J, Ken yon, В. С. Р1 a 11. J. Chem. Soc, 633 (1939). [5]
В. М. Потапов. Стереохимия. М., 197 (1976).
Иркутский институт органической химии Поступило
Сибирского отделения 4. XII 1979 г.
АН СССР
УДК 547.917
О ПОЛИСАХАРИДНОМ СОСТАВЕ СОЦВЕТИЙ
MATRICARIA MATRICARIOIDES
А. И. Яковлев
Главным продуктом Matricaria matricarioides (ромашка безъязычковая),
применяемым в медицине, являются ее соцветия, из которых, как и из ромашки
лекарственной, готовят настои, отвары, тинктуры, жидкие и сухие экстракты. Однако
химический состав действующих веществ этого растения изучен недостаточно, в частности,
отсутствуют полные сведения о ее углеводном составе.
Из измельченных соцветий ромашки экстракцией горячей водой выделен поли-
сахаридный препарат [a]D +153° (с 0,2; вода), обладающий выраженной
антиязвенной активностью. Изучен моносахаридный состав и физико-химические свойства [1].
Высокое содержание ?>-галактуроновой кислоты (52—53%) позволило отнести поли-
сахаридный комплекс к классу пектиновых веществ. Из продуктов ферментативного
гидролиза [2j с помощью Pectinase aus Schimmel (Ferak, Berlin) выделены галакту-
роновая кислота, три олигоуронида и нейтральные моносахариды: галактоза, араби-

Краткие сообщения
249
ноза, ксилоза и рамноза. Олигоурониды охарактеризованы как ди-, три- и тетрага-
лактуроновые кислоты.
Для изучения полисахаридного состава пектинового комплекса ромашки
применяли методы фракционирования, хорошо зарекомендовавшие себя для
препаративного разделения и индивидуализации кислотных полисахаридов. После омыления
щелочью препарат был разделен на фракции I и II осаждением этанолом. Основным
компонентом фракции I является галактуроновая кислота — 80—85%- Среди
нейтральных моносахаридов методом БХ обнаружили галактозу, арабинозу, ксилозу
и рамнозу, [а]д +270° (с 0,15; вода, в виде натриевой соли). Фракция II содержит
28—30% уроновой кислоты и нейтральные моносахариды исходного полисахаридного
препарата [1], [a]D + 41° (с 0,5; вода).
Из фракции I с помощью ацетата натрия самой низкой концентрации [3]
выделили галактуронан, [a]D +345° (с 0,1; вода, в виде натриевой соли), а из маточного
раствора осаждением этанолом — пектовую кислоту, [a]D +220° (с 0,25; вода, в виде
натриевой соли).
Гомогенность пектовой кислоты подтвердили методом ионообменной
хроматографии на ДЭАЭ-целлюлозе в фосфатной форме. Количественные соотношения между
нейтральными моносахаридами пектовой кислоты определяли методом ГЖХ в виде
ацетатов полиолов [4]. ГЖХ образцов снимали с пламенно-ионизационным, детекто-,
ром на приборе «Цвет-4-67». Колонка из нержавеющей стали 100X0,3 см с 5%
SILICONE SE-30 на хроматоне N-AW с размером зерен 0,125—0,160 мм,
газ-носитель—гелий. Соотношение между галактозой, арабинозой, ксилозой и рамнозой
составило соответственно 6:4:5:1.
Из фракции II с помощью цетавлона [5] получили два полисахарида и изучили
их моыосахаридный состав методом БХ и ГЖХ. Установили, что полисахариды
отличаются по качественному и количественному моносахаридному составу.
Результаты исследований хорошо согласуются с таковыми о полисахаридном
составе ромашки лекарственной,
ЛИТЕРАТУРА
[1] А. И. Яковлев. Тезисы докладов VI Всесоюзной конференции по химии
и биохимии углеводов. М.—Ростов-на-Дону, 101 (1977). [2] Т. К. Гапоненков,
С Т. Нагуманова. Прикладная биохимия и микробиология, 4, 37 (1968). [3]
V. Zitko, С. Т. Bischop. Can. J. Chem., 43, 3206 (1965). [4] H. В j б r n d a 1,
В. Lindberg, S. S v e n s s о n. Acta Chem. Scand., 21, 1801 (1967). [5] Б. Н.
Степа н е н к о, Л. Б.Узденникова. Биохимия, 38, 52 (1973).
Рязанский медицинский институт Поступило
им. акад. И. П. Павлова 17. XII 1979 г.
УДК 577.121.2:6:58
СТРОЕНИЕ КСИЛАНА ДОННИКА БЕЛОГО
Е. И. Козарез, М. С. Дудкин, И. С. Казанская
Легкогидролизуемые полисахариды травы донник белый, по данным хромато-
графического анализа гидролизата, содержат остатки D-ксилозы (67,34%), D-глю-
козы (10,17%), D-галактозы (6,70%), L-арабинозы (9,60%), D-рамнозы (0,41%)
и уроновых кислот (5,78%). Основной полисахарид гемицеллюлоз этого сырья —
ксилан. Его выделяли из стеблей донника экстракцией 6%-ным раствором гидроксида
натрия. Очищали через медный комплекс до постоянства моносахаридного состава
гидролизата. Ксилан построен из остатков Д-ксилозы (78,16%), ?>-глюкуроновой
(7,78%) и 4-0-метил-?)-глюкуроновой кислоты (8,28%) и относится к глюкуроно-
ксиланам, характерным для бобовых трав [1, 2]. Его молекулярная масса 15900,
[a]D —96,21°. Соотношение ксилозы и суммарного количества глюкуроновой
кислоты и ее 4-О-метильного производного 6:1.
Значительная величина удельной оптической активности указывает на (3-связь
между остатками ?>-ксилоз. Это подтверждает и инфракрасный спектр ксилана, в
котором имеется полоса 890 см^1, характерная для |5-сахаров.
Метилирование ксилана проводили методом Хакомори. Полноту метилирования
установили методом тонкослойной хроматографии в системе толуол—-этанол в
соотношении 9: 1 (проявитель—концентрированная серная кислота) и по отсутствию
полос поглощения гидроксильных групп в области 3300—3600 см- в ИК-спектрах.

250
Краткие сообщения
Полностью метилированный продукт гидролизовали в две стадии:
последовательно 90%-ной НСООН и 0,25 М раствором серной кислоты. Методом
количественной бумажной хроматографии в системе бутанол-1—этанол—вода (5:4:1) в
присутствии свидетелей в гидролизате нашли 2,3,4-три-О-метилксилопиранозу (0,51%),.
2,3-ди-О-метилксилопиранозу (53,53%), 2-О-метилксилопиранозу (7,78%), следы
ксилозы (0,20%) и две метилированные уроновые кислоты. Молярное соотношение
2,3-ди-О-метилксилозы и 2-О-метилксилозы составило 6:1.
Следовательно, макромолекула ксилана донника белого построена из цепи
остатков Д-ксилопираноз, соединенных (З-связью по месту 1 -»- 4 углеродных атомов.
На каждые шесть ангидроксилозных остатков приходится одно боковое ответвление
в виде глюкуроновой или 4-О-метилглюкуроновой кислоты, присоединенных по Сг
ксилозного звена.
Положение ветвления уточняли при помощи периодатного окисления и
деградации полиальдегидксилана по Смиту. Анализ гидролизата восстановленного борги-
дридом полиальдегидксилана методом бумажной хроматографии при параллельном
использовании двух систем , подвижных растворителей: бутанол-1—этанол—вода
(4:2:1) и бутанол-1—пиридин—вода (6:3:3) и проявителя аммиачного раствора
азотнокислого серебра показал присутствие двух компонентов: ксилозилглицерииа и
глицерина. Это подтвердило то положение, что боковое ответвление в главной поли-
ксилозидной цепи находится у С2 ангидроксилозы.
Таким образом, установлено, что глюкуроноксилан донника белого состоит из
основной поликсилозидной цепи, в которой остатки D-ксилопираноз соединены
Р-связью по месту 1 ->¦ 4 углеродных атомов. По месту Сг к ксилопиранозам в виде
боковых ветвлений подсоединены остатки глюкуроновой кислоты или ее 4-О-метиль-
ного производного.
Присутствие в составе травы донника глюкуроноксилана подтверждает
сделанный ранее вывод о специфике бобовых трав, содержащих глюкуроноксиланы.
ЛИТЕРАТУРА
[1] М. С. Дудкин, Н. Г. Шкантов а, М. А. Парфентьева. Химия
природ, соедин., 697 (1973). [2] М. С. Дудкин, И. С. Казанская, Е. И. К о з а-
р е з, Н. Г. Шкантов а. Химия природ, соедин., 686 (1975).
Одесский технологический институт пищевой промышленности Поступило
им. М. В. Ломоносова 18. XII 1979 г.
УДК 577.15/17.582.89
ЮМУТИНОЛ — НОВЫЙ ДИГИДРОФУРОКУМАРИН
ИЗ SESELI JOMUTICUM
А. 3. Абышев
При изучении хлороформного экстракта Seseli jomuticum S с h i s с h k. Мы
выделили новое кристаллическое вещество I состава С24Н3о06 с т. пл. 148—150°,
названное юмутинолом. Соединение I проявляет свойства, характерные для кума-
ринов, и принадлежит к группе линейных 4', 5'-дигидрофурокумаринов, что
вытекает из его ИК-, ПМР-спектров и физико-химических свойств.
В ИК-спектре I имеются следующие характерные полосы поглощения: 3450—
3500 (ОН-группа), 1720 (СО а-пирона), 1625, 1570, 1510 см-1 (ароматическое ядро).
В ПМР-спектре I в слабом поле наблюдаются два дублета с химическими
сдвигами при 6,26 и 7,58 м. д., J=10 Гц (по 1Н каждый) и один синглет при
6,73 м. д. (1Н), обусловленные протонами в положениях 3, 4, 8 кумаринового цикла.
Следовательно, I является 5,6,7-трехзамещенным кумарином, причем 6,7-положение
занято дигидрофурановым циклом с оксиизопропильной группировкой в положении
5', так как в спектре присутствуют сигналы протонов—С при 1,36 и 1,47 м. д.
-О СН3
(синглеты, по ЗН каждый), метинового протона в. положении 5' (триплет, 4,80 м. д.,
J=8,5 Гц, 1Н), связанного с соседней метиленовой группой, присоединенной в свою
очередь к ароматическому циклу (дублет, 3,21 м. д., J = 8,5 Гц, 2Н).
Другой заместитель, состоящий из СщН^Ог, занимает положение 5 и его
структура определяется данными ПМР-спектра I, в котором отмечаются сигналы
протонов группировки Аг—О—СН2—(мультиплет в интервале 4,15—4,30 м д., 2Н),.

Краткие сообщения
251
метальных групп, причем одна из них при двойной связи (синглет, 1,78 м. д., ЗН)
и две при кислороде (синглет, 1,25 м. д., 6Н), олефинового протона (слабо
разрешенный сигнал, проявляющийся в виде синглета при 5,68 м. д., 1Н). Мультиплет
в интервале 2,06—2,55 м. д. (5Н) можно отнести к протонам двух метиленовых
групп и одному метиновому протону. Отсюда боковая цепь в положении 5 имеет
структуру . . '..
СН3 СН3
I /
—О—СН,—СН2—С=СН-СН2—СН-С
\п/\
° СН3
Таким образом, I является 5-(3", 8"-диметил-7", 8"-эпоксиоктенилокси)-5'-изо-
пропилокси-4', 5'-дигидрофуро-2', 3': 7,6-кумарином. Это подтверждается данными
кислотного гидролиза I, в результате которого образуется соединение II состава
СнНн 05, т. пл. 209—210°, идентичное лептофиллину [1].
СН,
OR, n.R=R-H *
ИК-спектры снимали на спектрометре UR-20 (в вазелиновом масле), ПМР-спек-
тры — на спектрометре НХ-90 (в CDC13, 0-TMS). Температуры плавления определяли
на блоке Кофлера.
ЛИТЕРАТУРА
[1] P. Sharma, M. Sharma, S. Rangaswami. Ind. J. Chem., 16B, 563
(1978).
Ленинградский санитарно-гигиенический Поступило
медицинский институт 19. VII 1979 г.
УДК 547.972
ГЛИКОЗИДЫ КВЕРЦЕТИНА ИЗ ASTRAGALUS FLEXUS
П. Хожамбергенова, К. Ф. Блинова
Ранее мы сообщили о выделении из надземной части Astragalus flexus F i s с h.
(астрагал согнутый) кверцетина, кемпферола, изорамнетина, астрагалина и изорам-
нетин-3-глюкозида [1, 2]. При дальнейшем исследовании надземной части этого
растения изолировали два гликозида кверцетина.
Вещество I имеет т. пл. 189—19Г, Rf 0,40 (бутанол-1—уксусная кислота — вода,
4:1:5, система 1), Rf 0,60 (15%-ная уксусная кислота, система 2).
Вещество II имеет т. пл. 229—230°, Rf 0,29 (система 1) и 0,09 (система 2).
При кислотном гидролизе обоих веществ 5%-ной H2S04 обнаружили
одинаковый агликон с т. пл. 310—312° (разбавленный этанол). На основании результатов
УФ-спектроскопии [2], щелочной деструкции и сравнительного хроматографического
исследования агликон веществ I и II идентифицировали с кверцетином.
В гидролизатах вещества I в качестве углеводного компонента нашли D-глюко-
зу и L-рамнозу, а вещества II—D-глюкозу.
Легкость кислотного гидролиза вещества I и темно-коричневая флуоресценция
на хроматограммах в УФ-свете позволили предположить наличие углеводных
заместителей при С3 [3]. Это было подтверждено УФ-спектроскопией [2].
Вещество II имеет зеленовато-желтую флуоресценцию в УФ-свете и гидроли-
зуется после четырехчасового кипячения с 5%-ной H2SO4, что указывает на
нахождение ОН-группы при С3. Данные УФ-спектроскопии подтвердили это предположение.
Согласно результатам проведенных исследований, вещества I и II являются
рутином и кверцимеритрином соответственно.

252
Краткие сообщения
ЛИТЕРАТУРА
[1]П. Хожамбергенова. Всесоюзная научная конференция
«Биологически активные вещества природного и синтетического происхождения». Тезисы
докладов. Л. (1977). [2] П. Хожамбергенова, К. Ф. Блинова. Химия природ,
соедин., 408 (1979). [3] В. И. Литвиненко, В. А. Макаров. Химия природ,
соедин., 366 (1969).
Ленинградский Поступило
химико-фармацевтический институт . 26. XI 1979 г.
УДК 547.972
ГЛИКОЗИДЫ КВЕРЦЕТИНА ИЗ ASTRAGALUS FRIGIDUS
М. А. Макбуль, К- Ф. Блинова
В надземной части Astragalus frigidus (L.) Bge. (астрагал холодный),
собранной летом 1976 г. в Читинской области в период плодоношения, мы обнаружили
более 12 фенольных соединений. Сумму флавоноидов извлекали исчерпывающей
экстракцией 70%-ным этанолом. Методом колоночной хроматографии на
полиамидном сорбенте выделили четыре вещества из группы флавонолов.
Вещество I C15H10O7 с т. пл. 309^-312° (из 95%-ного этанола)
идентифицировали как кверцетин.
Вещество II С21Н2оОп, т. пл. 177—180° (40%-ный этанол); [а\$ — 166° (с ОД;
этанол), Rf 0,64 (БУВ, 4:1:5); 0,62 (25%-ная СН3СООН); ^2а"5°н 260,360 нм. При
кислотном гидролизе образуется кверцетин и /,-рамноза (1:1). Соединение II
идентифицировали как кверцетин-3-0-а-1-рамнозид [1].
Вещество III С2,Н016, т. пл. 190—192° (метанол); [ct]^0 — 36,4° (с 0,3;
метанол); Х^0Н 260, 360 нм; /?7 0,55 (БУВ, 4:1:5); 0,75 (60%-ная СН3СООН); 0,60
(15%-ная СН3СООН). В продуктах кислотного гидролиза обнаружили кверцетин,
1-рамнозу и ?)-глюкозу (1:1:1). Вещество идентифицировали как кверцетин-3-О-рути-
нозид или рутин [2].
Вещество IV состава C2iH20OI2, т. пл. 226—230° (40%-ный метанол), [а]д—60°
(с 0,4; этанол); Я^0" 260, 360 нм; i^O.55 (БУВ, 4:1:5); 0,35 (15%-ная СН3СООН).
При кислотном гидролизе этого соединения изолировали кверцетин и Д-глкжозу. По
физическим свойствам, продуктам гидролиза и УФ-спектрам вещество
идентифицировали как кверцетин-3-О-р-Ь-глюкопиранозид или изокверцитрин [1, 3, 4]).
ЛИТЕРАТУРА
[li] В. Н. Спиридонов. Докл. АН СССР, 169, 1, 126 (1966). [2] Л. В. Ш а-
тунова. Химия природ, соедин., 520 (1978). [3] В. И. Литвиненко. Растит,
ресурсы, II, вып. 4, 531 (1966). [4] В. С. Б а т ю к, Л. Ф. Кольцова. Химия
природ, соедин., 381 (1968).
Ленинградский Поступило
химико-фармацевтический институт 17. XII 1979 г..
УДК 547.972L
ФЛАВОНОИДЫ ЛИСТЬЕВ P1THECELLOBIUM DULCE
Г. Г. Запесочная, Э. А. Ярош, Н. В. Сванидзе, Г. И. Ярош
Исследовали пищевое и лекарственное растение питецеллобиум сладкий
Pithecellobium duke (Roxb.) Be nth. (сем. Fabaceae) Syn. Mimosa dulcis Roxb.
[1, 2], выращенное в оранжерее г. Кобулети Грузинской ССР из семян, собранных
на о. Куба.
Высушенные листья проэкстрагировали кипящим 80%-ным спиртом, водный
остаток после отгонки спирта обработали хлороформом, нанесли на полиамид, промыли-
водой и 10%-ным спиртом, сумму флавоноидов (0,44%от веса сырья) элюировали

Краткие сообщения 253
80%-ным спиртом и хроматографировали на колонках силикагеля и полиамида
в системе хлороформ—метанол. Выделили три соединения, для изучения которых
использовали данные УФ-, ИК-, ПМР- и масс-спектров.
Соединение I С^НюОб, М 286 т. пл. 276—278°, идентично кемпферолу.
Соединение II C2iH2o010 • 2Н20, т. пл. 172—174°, [а]д —236° (с 1,0; метанол),
^¦inax)H 2^7' 348 нм. При кислотном гидролизе II дает рамнозу и кемпферол, при аце-
тилировании — гексаацетат с т. пл. 152—155°, в ПМР-спектре которого имеются
сигналы трех алифатических н трех ароматических ацетоксигрупп. В ПМР-спектре II
в дейтеропиридине углеводные протоны представлены синглетом при 6,2 м.д. (Н«1"),
группой сигналов в районе 4,0—5,0 м. д (4Н) и дублетом с J=6 Гц при 1,4 м. д.
(СН3-группа). Два дублета и синглет в области 6,7—8,0 м. д. отнесены к протонам
кемпферола. УФ-спектры с диагностическими реагентами свидетельствуют о наличии
свободных ОН-групп в 5,7,4'-положениях кемпферола. Таким образом, соединение II
идентично кемпферол-3-0-а-?-рамнозиду (афзелину).
Соединение III C2iH2oOn • 2Н20, т. пл. 183—185°, [а]д —182° (с 1,0; метанол),
^•тах 256, 350 нм. Гептаацетат, т. пл. 160—163°, по данным ПМР-спектра, содержит
три алифатических и четыре ароматических ацетоксигруппы. ПМР-спектр III в
d-пиридине отличается от спектра II лишь характерными для кверцетина сигналами
ароматической части молекулы. Углеводная часть представлена рамнозой.
УФ-спектры, измеренные стандартным способом, свидетельствуют о 3-О-гликозидировании.
Приведенные данные позволяют идентифицировать соединение III с кверцетин-3-О-
a-L-рамнозидом (кверцитрином).
ЛИТЕРАТУРА
[1] Е. В. В у л ь ф, О. Ф. Малеева. Мировые ресурсы полезных растений.
Л., 201 (1960). [2] J. Т. Roig. Plantas medicinales, aromaticas o venenosas de Cuba.
La Habana, s. 733 (1974).
Всесоюзный научно-исследовательский институт Поступило
лекарственных растений 9. I 1980 г.
Москва
УДК 547.972
ИЗООРИЕНТИН ИЗ GENTIANA ALGIDA
i Т. Зориг, 3. Оюунгэрэл, Т. Ласло
Согласно программе исследований лекарственных растений Монгольской
Народной республики [3], мы изучали Gentiana algida Pall, (горечавка холодная),
собранную в фазе цветения в Архангайском аймаке в 1977 г. В надземной части этого
растения, по предварительным данным двумерного хроматографирования на бумаге
Шляхер и Шюл 2043в, содержится не менее одиннадцати фенольных соединений.
Очищенный водный экстракт, полученный при экстрагировании воздушно-
сухого сырья метанолом, хроматографировали на колонке с полиамидом и фракции
элюата отбирали соответственно зонам колонки, флуоресцирующим в УФ-свете.
После кристаллизации и очистки на колонке Сефадекс LH-20 получили вещество I—
мелкие кристаллы желтого цвета, т. пл. 241—243° (из водного метанола) [2], R* B
системах 15%-ная СН3СООН и бутанол-1—уксусная кислота'—вода (4:1:5)
соответственно 0,41 и 0,50, Я^а°Н 272- 295, 350 нм.
На основании результатов УФ-спектров в присутствии комплексообразующих
и ионизирующих реактивов, а также хроматографического поведения в различных
системах по сравнению с аутентичными образцами выделенное нами соединение
идентифицировали как изоориентин [\\
Изоориентин впервые изолирован из этого растения, идентификация других
изолированных веществ продолжается.
ЛИТЕРАТУРА
[1] Т. Mabry, К. R. Markham, М. В. Т h о m a s. The systematic
identification of Flavonoids. Springer Verlag (1970). [2] K- L. Hostezman, K. L. Minh
Dua, M. Goetz et A. J а со t—Q u i 11 a rm о d. Phytochem., 14, 499 (1975). [3]
T. S о г i g, L. T о t h, G. V. В u j t a s. Die Pharmazie, 32, 725 (1977).
Центральная контрольно-аналитическая лаборатория Поступило
лекарственных веществ при Минздраве МНР 14. I 1980 г,
Улан-Батор

254 Краткие сообщения
УДК; 547.972
О СТРОЕНИИ ДИ-п-КУМАРОИЛ-ИЗОКВЕРЦИТРИНА ИЗ ХВОИ
PINUS SYLVESTRIS
С. 3. Иванова, Г. Г. Запесочная, В. И. Шейченко,
Н, А. Тюкавкина, С. А. Медведева
Ранее [1] мы сообщали о выделении из хвои сосны обыкновенной диацилирован-
ного флавонолового гликозида, для которого были предложены две возможные
структуры: 3",6"-0-ди-/г-кумароил-изоквер цитрина (I) или 4",6"-0-ди-п-кумароил-
_| i 1 1
В 5 4 3
$,м.д.
Фрагменты спектров ПМР 3",6"-0-ди-п-кумароил-изокверцитрина (I) в дейтероацетоне
и дейтеропиридине.
изоквер цитрина (II). Дополнительные исследования позволили сделать однозначный
выбор в пользу структуры I.
В ПМР-спектре I в дейтероацетоне содержатся сигналы тринадцати
ароматических и четырех олефиновых протонов (Jip=16 Гц), которые отнесены к кверце-
тину и двум остаткам гранс-я-кумаровой кислоты. Место присоединения ацильных
остатков определено по химическим сдвигам и мультиплетности углеводных
протонов (рисунок). Три протона глюкозы образуют группу перекрывающихся сигналов
в области 3,5—3,8 м. д.
Аномерный протон Н-1" р-?>-глюкопиранозы дает дублет при 5,45 м. д. с
J=8 Гц. Двухпротонный мультиплет с центром при 4,32 м. д. (JreM = I2 Гц)
соответствует гем-ацильной метиленовой группе, следовательно, один из остатков л-кумаро-
вой кислоты этерифицирует 6"-ОН-группу. Наличие в слабом поле триплета (5,2 м. д.,
Ji = J2=9,5 Гц) свидетельствует о присоединении второго остатка n-кумаровой
кислоты к 3"-ОН, либо к 4"-ОН-группе глюкозы.
Сравнение спектров соединения I в d-ацетоне и d-пиридине (см. рисунок)
позволило сделать выбор в пользу 3"-0-ацилирования. Во-первых, в спектре, снятом
в d-пиридине, интенсивности линий квартета Н-2" (4,46 м. д., Jj 2=8,0, Т2 3=9,5Гц)
приблизительно одинаковы, следовательно, сигналы обоих взаимодействующих с ним
протонов (Н-1" и Н-3") находятся далеко в слабом поле. Об этом же
свидетельствует уширение компонентов триплета в d-ацетоне (б 5,2) и превращение его в
неразрешенный мультиплет (б 5,9) в d-пиридине. Это вызывается близостью химических
сдвигов сигналов Н-4" и Н-5", поскольку в альтернативном случае (перекрывание
сигналов Н-"3 и Н-2") должно было происходить также уширение компонентов
дублета Н-Г' [2]. Приведенные данные позволяют предложить для соединения I
структуру 5,7,3,,4''-тетраоксифлаво«-3-0-Р-.0- (3",6"-0-ди-л-кумароил) -глюкопиранозида.
Следует отметить предпочтительность ацилирования природных флавоноловых
гликозидов по 3" и 6"-положениям гексопираноз: из хвои этого же вида сосны мы
выделили 3"-0-/г-кумароил-изокверцитрин [3], 3",6"-0-ди-п-кумароил-трифолин [4], 6"-0-аце-
тил-изокверцитрин, изорамнетин-3-0-|3-.0- (6"-0-ацетил) -глюкопиранозид, изорамне-
тин-3-O-p-D- (6"-0-ацетил) -галактопиранозид [5].

Краткие сообщения 552
ЛИТЕРАТУРА
[1] С. 3. Иванова, Г .Г. 3 а п е с о ч н а я, Н. А. Тюк а в ки на, С. А.
Медведева. Химия природ, соедин., 399 (1978). [2] Р. Б а й б л. Интерпретация
спектров ядерного магнитного резонанса. М., 116 (1969). [3] С. 3. Иванова, Г. Г. За-
песочная, В. И. Шейченко, С. А. Медведева, Н. А. Тюкавкина. Химия
природ, соедин., 196 (1978) [4] Г. Г. Запесочная, С. 3. Иванова, С. А.
Медведева, Н. А. Тюкавкина. Химия природ, соедин., 332 (1978). [5] Г. Г. 3 а п е-
сочная, С. 3. Иванова, С. А. Медведева, Н. А. Тюкавкина. Химия
природ, соедин., 193 (1978).
Иркутский институт органической химии
Сибирского отделения
АН СССР
Всесоюзный научно-исследовательский институт
лекарственных растений
Москва
I Московский медицинский институт
им. И. М. Сеченова
КСАНТОНОВЫЕ СОЕДИНЕНИЯ GENTIANA BARBATA
Г. Г. Николаева, В. И. Глызин, Д. А. Фесенко, А. В. Патудин
Продолжая исследование биологически активных соединений Gentiana barbata
F г о е 1. (горечавка бородатая), мы выделили и идентифицировали четыре соединения,
относящихся к ксантонам.
Водно-спиртовый экстракт надземной части упаривали в вакууме, остаток
растворяли в горячей воде и ксантоны извлекали хлороформом. Хлороформное
извлечение хроматографировали на колонке силикагеля. Вещества элюировали
хлороформом и получили в порядке элюирования соединения I—IV.
Сверциаперенин I (1,8-диокси-3,7-диметоксиксантон) СиН^Об, т. пл.
186—187°. Масс-спектр: М+288, М—18, М—28, М—15, М—43, М—86. УФ-спектр, нм;
Х^а\он241, 266, 317 пл, 330, 380; -NaOMe 244, 276, 312, 412; +А1С13 240, 278, 332,
370, 416; + А1С13 + НС1 238, 278, 330, 370; +NaOAc 263, 323, 385; NaOAc+
+Н3ВО3 263, 328, 380. ПМР-спектр (ТФК, В, м. д.): 7,46 (д, J=9, Н-6), 7,00 (д, J=9,
Н-5), 6,50 и 6,48 (л, J=2,5, Н-2 и Н-4), 3,94 (с, ОСН3), 4,00 (с, ОСН3)
ПМР-спектр ацетата I (ТФК, В, м. д.): 2,26 (с, 6Н, -СН3СОО-) [1].
Декуссатин II (1-окси-З, 7, 8-триметоксиксантон) С16Н14Ов, т. пл. 158—
159°. Масс-спектр: М+302, М—15, М — 43, М — 86, М — 129. УФ-спектр, нм:
lm!xH 238, 262, 315, 380; 4-NaOMe 238, 267, 328, 386; -f A1C13 248, 276, 333, 430;
+ А1С134-НС1 248, 277, 330, 418; +NaOAc 242, 262, 318, 380; +NaOAc+H3B03 242,
262, 318, 380. ПМР-спектр (ТФК, 8, м. д.): 7,90 (д, J=9, Н-6), 7,62 (д, J = 9, Н-5),
6,86 и 6,76 (д, J=2,5, Н-2 и Н-4), 4,1 (с, ОСН3—), 4,40 (с, ОСН3—). ПМР-спектр.
ацетата II (CDC13, S, м. д.): 2,49 (с, СН3СОО—), 3,92 (с, ОСН3—), 3,95 (с, ОСН3—) [1].
Г е н т и а к о х и а н и н III (1,7, 8-триокси-3-метоксиксанто_н) С14Н10О6, т. пл. 225°.
Масс-спектр: М+ 274, М—28, М—15, М—43. УФ-спектр, нм: ^аехон 239, 269, 320 пл,
330, 390; -fNaOMe 250, 272, 330, 418; +А1С13 243, 286, 330, 370; + А1С13 + НС1 330,
368, 424 пл; +NaOAc 241, 258, 329, 398; + NaOAc+H3B03 276, 329, 418. ПМР-спектр
(ТФК, S, м. д.): 7,44 (д, J=9, Н-6), 6,96 (д, J=9, Н-5), 6,58 и 6,52 (д, J=2.5, Н-2
и Н-4) 3,98 (с, ОСНд-). ПМР-спектр ацетата III (CDC13, В, м. д.]: 2,33 (с, ОСН3—),
2,42 (с, СН3СОО—) [1].
Г е н т и а к а у л е ин IV (1,7-диокси-3,8-диметоксиксантон) С16Н1206, т. пл. 193—
194°. Масс-спектр: М+288, М—15, М-43, М—86, М—18, М-28. УФ-спектр, нм:.
7^°н 240, 264, 318, 385; + NaOMe 276, 316, 430; +А1С13 276, 328, 430; А1С13+НС1
326, 430; +NaOAc 241, 268, 328, 398; +NaOAc+H3B03 254, 316, 385. ПМР-спектр
(ТФК, В, м. д.): 7.90 (д, J=9, Н-6), 7,64 (д, J=9, Н-5), 6,98 и 6,86 (д, J=2,5, Н-2
и Н-4), 4,12 (с, ОСНз-), 4,35 (с, ОСН3). ПМР-спектр ацетата IV (CDC13, В, м. д.):.
2,49 (с, ОСН3), 2,36 (с, СН3СОО—) [lj.
ЛИТЕРАТУРА
[1] P. R i v a i 11 е, J. Massicot, M. G u у о t, M. M a s s i a s. Phytochem., 8, 8,
1533 (1969).
Всесоюзный научно-исследовательский институт Поступило
лекарственных растений 9. X 1979 г...
Москва
Поступило
18. I 1980 г.
УДК 547.972
8-68

256
Краткие сообщения
УДК 547.972
КСАНТОНЫ HYPERICUM AUCHERI
Г. М. Китанов, К. Ф. Блинова
Представители сем. Guttiferae наряду с видами сем. Gentianaceae являются
основными ксантонсодержащими таксонами высших растений [1—3]. Ранее считалось,
что ксантоны накапливаются только в древесных тропических видах сем. Guttiferae
и не содержатся в представителях подсем. Hypericoideae, включающего прежде всего
травянистые растения, распространенные в субтропических и умеренных областях [2].
Поскольку некоторые исследователи выделяют подсем. Hypericoideae в
самостоятельное семейство [4, 5], с хемотаксономической точки зрения большой интерес вызывает
поиск ксантонов в видах этого подсемейства и в особенности в его главном роде
Hypericum L. В ряде видов данного рода обнаружен ксантоновый глюкозид манги-
ферин [6—8]. В последнее время из его представителей выделены еще четыре ксан-
тоновых агликона [9—12].
Продолжая исследование ксантонов Н. aucheri J a u b. et Spach.,
произрастающего в Болгарии, из спиртового экстракта надземных частей, кроме ранее
идентифицированного мангиферина [8], мы выделили его агликон. В настоящем сообщении
приводятся результаты его идентификации.
Траву, собранную в период цветения, экстрагировали 80%-ным этанолом.
Извлечение концентрировали, очищали хлороформом и сумму фенольных соединений
извлекали этилацетатом. Колоночной хроматографией на полиамиде и препаративной
хроматографией на бумаге выделили 120 мг кристаллического вещества бледно-
желтого цвета. Температура плавления вещества 360° (чернеет), Rj 0,06 (15%-ная
АсОН); 0,50 (60%-ная АсОН), 0,88 (БУВ, 40:10:22) (бумага Whatman-1). УФ-
спектр Х?"|0Н 209, 239, 255, 270 пл., 313, 364 нм (lge 4,36; 4,41; 4,51; 4,21; 4,09).
УФ-спектры в присутствии ионизирующих и комплексообразующих добавок
{CH3QNa, А1С13, AICI3/HCI) указывают на присутствие свободной о-диоксигруппи-
ровки и свободных гидроксилов в 1,3-положениях. ИК-спектр 3400—3450 (ОН),
1650 (С=0), 1618, 1520 см-1 (С = С). Местоположение о-диоксигруппировки
установили при помощи ПМР-спектра (ДМСО и CDC13, 80 МГц, м. д., ТМС), в котором
отмечаются сигналы следующих протонов: 13,08 (с, 1Н, Ci—ОН); 7,36 (с, 1Н, Н-8);
6,80 (с, 1Н, Н-5); 6,25 (д, J=2 Гц, 1Н, Н-4); 6,10 (д, J=2 Гц, 1Н, Н-2). Это
позволило нам идентифицировать выделенное соединение как 1,3,6,7-тетраоксиксантон [13].
Для подтверждения наших выводов получили агликон мангиферина (2-С-глю-
козил-1,3,6,7-тетраоксиксантона) гидролизом его HJ в жидком феноле [14].
Полученный агликон очищали на полиамиде и перекристаллизацией из 95°/о-ного этанола.
Данные хроматографического сравнения, проявление диагносцирующими реактивами,
температура плавления, УФ-и ЙК-спектры выделенного из растения и полученного
гидролизом мангиферина соединений полностью совпадают.
Кроме мангиферина и его агликона, в растении в небольших количествах
содержатся еще два вещества. Одно из них является С-гликозидом, а второе обладает
очень близкими к выделенному 1,3,6,7-тетраоксиксантону свойствами.
Предварительно его можно отнести к тетрагидроксантонам.
На основании приведенных литературных даннных и результатов наших
исследований можно сделать вывод, что в представителях рода Hypericum также
содержатся ксантоны и этот класс природных соединений не может служить хемосистема-
тическим признаком для выделения подсем. Hypericoideae в самостоятельное
•семейство.
ЛИТЕРАТУРА
[1] R. Hegnauer. Chemotaxonomie der Pflanzen. В. 4, Basel und Stuttgart
(1966). [2] I. Carpenter, H. D. Locksley, F. Scheinmann. Phytochemistry,
8, 2013 (1969). [3] K- Hostettmann, H. Wagner. Phytochemistry, 16 821 (1977).
{4] J. Hutchinson. The Families of Flowering Plants. 2-nd Ed., Oxford University
Press, London (1959). [5] А. Л. Тахтаджян. Система и филогения цветковых
растений. М.—Л. (1966). [6] P. Lebreton, M. P. Bouchez. Phytochemistry, б,
1601 (1967). [7] P. Lebreton, M. P. Bouchez. Plant. Med. Phytother., /, 4, 188
(1967). [8]' Г. Китанов, К. Ф. Блинова. Химия природ, соедин., 524 (1978). [9]
P. Arends. Tetrahedron Lett., 55, 4893 (1969). [10] Н. Nielsen, P. A r ends.
Phytochemistry, 17, 2040 (1978). [11] A. A. L. Gunatilaka, S. Balasubra-
maniam, V. Kumar. Phytochemistry, 18, 182 (1979). [12] G. К i t a n 0 v, С h r.
Achtar d j-iev. Pharmazie, 34, 7, 447 (1979). [13] A. Jefferson, F.
Scheinmann. Nature, 207, 1193 (1965). [14] J. D. R a m a n a t h a n, T. R. Sechadri.
Current Sci., 29, 131 (I960).
Ленинградский Поступило
химико-фармацевтический институт 26. XI 1979 г.

Краткие сообщения
257
УДК 547.913+582.998
СЕСКВИТЕРПЕНЫ ЭФИРНОГО МАСЛА РАСТЕНИЙ РОДА САНТОЛИНА
В. Б. Ушаков, Д. А. Муравьева, Л. А. Бакина
Эфирное масло, полученное из растений рода сантолина — Santolina chamaecy-
parissus L. (сантолина кипарисовидная) и Santolina viridis W i 11 d. (сантолина
зеленая), фракционированием в вакууме мы разделили на три фракции: фракцию моно-
терпеновых соединений и кетонов, фракцию сесквитерпеновых соединений и фракцию
остальных кислородсодержащих соединений.
Из фракции монотерпеновых углеводородов и кетонов идентифицировали 12
веществ [1].
В настоящей работе рассматриваются результаты изучения сесквитерпеновой
и кислородсодержащей фракций.
Бесцветные фракции изучали методом газожидкостной хроматографии на
жидких фазах: полиэтиленгликольадипате (ПЭГА, 10%) и апиезоне-L (7%)-
Температура анализов 180 и 204° соответственно. Газ-носитель аргон, скорость газа 30 мл/мин.
Колонки стеклянные 1,5 м длиной, диаметр 4 мм. Анализы проводили на
аналитическом хроматографе Руе серии 104 с пламенно-ионизационным детектором.
Для идентификации сесквитерпеновых углеводородов по относительно
удерживаемым объемам служили литературные источники [2—4]. Мы также имели в своем
распоряжении некоторые индивидуальные соединения и могли провести
идентификацию с их помощью (иланген, fl-элемен, у-каДинен)- Кроме того, присутствие во,
фракциях илангена, а-санталена, у-кад,шеш, fi-бисаболена подтвердили на жидкой,
фазе SE-30 (5%).
Окрашенные фракции сесквитерпеновых углеводородов очищали на колонках
с окисью алюминия (акт. II ст.).
Из фракций сантолины кипарисовидной выделили, как показала хроматография
в тонком слое силикагеля, индивидуальное вещество голубого цвета, R* которого-
соответствовало Rt свидетеля —- хамазулена. ИК-спектры выделенного вещества и
хамазулена были идентичны [5].
Из кислородсодержащих фракций методом колоночной хроматографии (элюент
петролейный эфир—бензол 4:1) выделили и очистили вещество X кристаллической,
консистенции (ИК-спектры фракции имели сильную полосу поглощения в области
1680 см-1).
Вещество X—бесцветные крупные кристаллы, без запаха, горькие на вкус,
вызывают онемение языка, летучие. Температура плавления 42, 5°, 4° = 1.0250.
Масс-спектроскопией и элементным анализом установили молекулярный вес (218) и
молекулярную формулу (С15Н22О). При установлении структурной формулы на
наличие сопряженного кетона в ИК-спектре указывали полосы поглощения при 1680 см~ ,
на наличие карбонильной группы —С=0; при 1620 см^ на двойную связь — С=С—,
а также полосы поглощения в УФ-спектре Я 254 мм, lgs 3,15. Двойная связь
вторично-третичная, так как в ЯМР-спектре присутствует синглетный сигнал б 5,69%
с интенсивностью в одну протонную единицу,
На основании данных физико-химических исследований можно сделать
заключение, что вещество X относится к сесквитерпеновым кетонам. Мы получили
производные этого кетона: 2,4-динитрофенилгидразон с т. пл. 69—69,5° и семикарбазон
с т. пл. 250—251°.
Выделенный кетон был назван б-сантолиненом по аналогии с кетонами,.
которые получили название от Л. Францескони [6].
ЛИТЕРАТУРА
[1] В. Б. Ушаков, Д. А. Муравьева, Л. А. Бакина. Химия природ..
соедин., 664 (1976). [2] С. Ishar, Nigam and Leo Levi. J. Chromatogr., 23, 2,.
217 (1966). [3] M. H. Klouven, Ter H e i d e. J. Chromatogr., 7, N 3, 297 (1962).
[4] L. Lukes, R. Komers. Coll., 29, N 7, 1598 (1964). [5] M. Г о р я е в, И. Плива.
Методы исследования эфирных масел. Алма-Ата (1962). [6] L. Francesconi e d
Granata. Gaz. Chim. Ital., 46, 11, 251 (1916).
Пятигорский Поступило
фармацевтический институт 5. XI 1979 Г.

258
Краткие сообщения
УДК 547.314+582.998
САЭЛИН — НОВЫЙ СЕСКВИТЕРПЕНОВЫй ЛАКТОН
ИЗ SAUSSUREA ELEGANS
И. Д. Шамьянов, Г. П. Сидякин
Продолжив изучение суммы лактонов этанольного экстракта надземной части
Saussurea elegans Ldb. [1—3], двукратным хроматографированием элюатов эфирной
фракции системой бензол—этилацетат (5:1, 10:3) на силикагеле, мы выделили новый
сесквитерпеновый лактон состава Ci9H2206 (масло с R* 0,46 в системе
бензол—этилацетат, 1:1); [а]^+67,5 (с 0,74; метанол), М 346 (масс-спектрометрия), названный
нами саэлином (I).
В ИК-спектре I присутствуют полосы поглощения валентных колебаний гидро-
ксильной группы (3480 см-1), у-лакт°нного карбонила (1770 см^1), карбонила
а, ^-ненасыщенного сложного эфира (1720 см~ ) и двойных связей (1660 и 1640 см~ ).
В спектре ПМР саэлина (дейтеропиридин, 0—ГМДС, JNM-4H-100) имеются
следующие сигналы: синглет при 1,90 м. д. (ЗН)—протоны метальной группы при
двойной связи, дублеты при 3,34 и 3,14 м. д. (Ш каждый)—протоны, характерные
для СН2—О-группы, триплет при 4,17 (Ji = J2=7,5 Гц)—гемгидроксильный протон
у С-3 и мультиплет при 5,15 м. д. (1Н)—гемацильный протон у С-8. Сигналы
протонов зкзоциклического метилена У"лактонного цикла и винильного метилена при
С-17 наложились и отражены в виде триплетов с центрами при 5,47 и 6,09 м. д.
Наблюдается также группа сигналов с центром при 4,83 м. д. (наложение сигналов
протонов лактонного и экзоциклического метилена при С-14).
Исходя из состава и анализа данных ПМР-спектра, можно сделать вывод, что
ацильная группа в молекуле саэлина представляет собой остаток метакриловой
кислоты. Это подтверждается фрагментами масс-спектрометрического распада — пиком
иона с т/е 260 (М+—86) и интенсивными пиками ионов с т/е 69 и 41.
Сравнительное изучение ПМР-, масс-спектров I и элегина (линихлорина А)
[1, 2, 4] позволяет заключить, что саэлин имеет строение I. Для подтверждения
саэлин обрабатывали газообразным НС1 в метаноле [51. Полученный продукт пробой
смешения и сравнением ИК-спектров был идентифицирован с элегином.
Следовательно, саэлин имеет строение: ЗР-окси, 4-метиленэпокси, 1:5:7а (Н),
6:8Р (Н), 8а-метакрилокси-гвай-10 (14), 11 (13)-диен-6, 12-олида.
О СН*
ii i J
-0-C-C=CHt
=сн2
ЛИТЕРАТУРА
[I] И. Д. Шамьянов, А. М а л л а б а е в, Г. П. Сидякин. Химия природ,
соедин., 819 (1976). [2] И. Д. Шамьянов, А. Маллабаев, Г. П. Сидякин.
Химия природ, соедин., 442 (1978). [3] И. Д. Шамьянов, А. Маллабаев,
Г. П. Сидякин. Химия природ, соедин., 865 (1979). [4] А. С. G о п z а 1 е z,
J. Bermejo et a 1. Can. J. Chem., 56, 4, 491 (1978). [5] A. G. Gonzalez, J. В е r-
raejo et ai. Phytoshemistry, V. 13, 7, 1193 (1974).
Ордена Трудового Красного Знамени Поступило
Институт химии растительных веществ 29. I 1979 г.
АН УзССР ' * "
Ташкент

Краткие сообщения
259
УДК 547.918:547.597
КАЛОПАНАКС-САПОНИН В ИЗ HEDERA COLCHICA
Г. Е. Деканосидзе, Э. П. Кемертелидзе
Сравнение полученного нами из Hedera colchica С. Koch, (плющ колхидский)
сем. Araliaceae [1] гликозида — хедераколхизида Д с гликозидами, имеющими тот
же агликон и набор моносахаридов, показало одинаковую хроматографическую
подвижность хедераколхизида Д и калопанакс-сапонина В [2]. Для подтверждения их
идентичности хедераколхизид Д подвергли детальному исследованию.
Газожидкостным хроматографическим анализом Сахаров, входящих в состав
хедераколхизида Д в виде ТМС-эфиров метилгликозидов [3, 4], установили
соотношение глюкозы рамнозы и арабинозы — 2:2:1 (1,00:0,97:0,42). Следовательно,
гликозид представляет собой пентаозид хедерагенина. По своему поведению
хедераколхизид Д — нейтральное вещество. Он не реагирует с диазометаном, ¦ в ИК-
спектре обнаруживаются частоты, характерные для сложноэфирной группировки.
Щелочным гидролизом сложноэфирной связи с помощью анионита Дауэкс-1 (ОН-
форма) получили олигосахарид, состоящий (по данным кислотого гидролиза) из
?>-глюкозы и L-рамнозы, и гликозид, идентифицированный как калопанакс-сапо-
нин А [5].
Хедераколхизид Д метилировали по методу Хакомори [6], полученный продукт
гидролизовали и хроматографией на бумаге и в тонком слое силикагеля
идентифицировали 2,3,4-три-0-метил-/,-рамнозу, 3-4-ди-0-метил-/.-арабинозу, 2,3,4-три-О-
метил-?>-глюкозу и 2,3,6-три-0-метил-?>-глюкозу. Эти же метилированные
моносахариды были найдены и при метилировании калопанакс-сапонина В [2].
Полученные данные позволяют заключить, что ходераколхизид Д по своему
строению идентичен калопанакс-сапонину В. Такой же гликозид был найден
R. Tschesche и др. в листьях Hedera helix L. [7], Г. Б. Искендеровым — в листьях
Hedera pastuchowii W о г о п. [8], а нами ранее выделен из листьев Hedera caucasi-
gena P о j a r k. [9].
Таким образом, наличие калопанакс-сапонина В может служить хемотаксономи-
ческим признаком растений рода Hedera L.
ЛИТЕРАТУРА
[1] Г. Е. Деканосидзе. Химия природ, соедин., 236 (1979). [2] А. Я- X о р-
л и н, А. Г. Веньяминова, Н. К. Кочетков. Изв. АН СССР, сер. хим., 1588
(1966). [3] Т. Т. Горовиц. Химия природ, соедин., 49 (1969). [4] G. Wulff.
J. Chromatogr., 18, 285 (1965). [5] А. Я- X о р л и н, А. Г. Веньяминова, Н. К.
Кочетков. Докл. АН СССР, 155, 619 (1964). [6] S. Hakomori. J. Biochem.
(Tokyo), 55, 205 (1964). [7] R. Tschesche, W. Schmidt, G. Wulff. Z. Naturforsch.,
N 7, 206 (1965). [8] Г. Б. Искендеров. Фармация, № 4, 27 (1971). {9} Г. Е.
Деканосидзе, Т. Т. Горовиц, Т. А, Пхеидзе, Э. П. Кемертелидзе. Химия
природ, соедин., 489 (1970).
Институт фармакохимии Поступило
им. И. Г. Кутателадзе 22. XI 1979 г.
АН ГССР
Тбилиси
УДК 577.154.26
ПЕРВИЧНАЯ СТРУКТУРА р-1,3-ГЛЮКАНАЗЫ Л1У
ИЗ SPISULA SACHALINENSIS
I. КОНЦЕВОЙ АНАЛИЗ
О. М. Макарова, Л. А. Елякова
6-1,3-Глюканаза — ламинариназа IV (JIIV), выделенная из кристаллического
стебелька морского моллюска Spisula sachalinensis в гомогенном состоянии [1],
принадлежит к карбогидразам. Полная аминокислотная последовательность была
установлена лишь для некоторых ферментов этой группы, например, лизоцимов [2].
Сведений о строении Р-1,3-глюканаз в литературе очень мало: определены концевые
аминокислоты [3], аминокислотный состав [4]. Данные по таким ферментам из
беспозвоночных отсутствуют. Поэтому представлялось интересным изучить первичную
структуру ламинариназы Л1У.

260
Краткие сообщения
Фермент получали по описанной ранее методике [1], с последующим
концентрированием на сульфопропилсефадексе и обессоливанием гельфильтрацией на сефадексе
Г-25. Гомогенность его устанавливали электрофорезом в полиакриламидном геле
и анализом N-концевой аминокислоты. Ферментативную активность определяли по
возрастанию восстанавливающей способности методом Нельсона [5], используя
ламинарии в качестве субстрата.
N-Концевую аминокислоту определяли дансильным методом Грея и Хартли [6]
с последующей хроматографической идентификацией ДНС-аминокислот в тонком
слое силикагеля по методу Беленького
[7, 8]. Перед определением Л'-концевой
аминокислоты из растворов ТХУ осаждали
белок. Выяснили, что Л'-концевой
аминокислотой ЛIV является глицин.
С-Концевую последовательность |3-1,3-
глюканазы Л1У определяли с помощью
карбоксипептидазы А как для нативного,
так и для карбоксиметилированыого
фермента. Для получения карбоксиметилиро-
ванной ЛIV использовали метод Кресфил-
да [9] или восстанавливали дисульфидные
группы дитиотреитолом при 10-кратном
избытке по отношению к белку.
Диагональная пептидная карта триптичес-
кого гидролизата ламинариназы IV (усло-
т вия см. в тексте).
Найдена С-концевая последовательность JIIV: валин—треонин—СООН.
Исследование действия карбоксипептидазы А на активность ламинариназы IV при различных
рН (6; 7; 7,5) показало, что С-концевые аминокислоты в активности фермента
существенной роли не играют.
Ранее было показано, что рМ,3-глюканаза ЛIV свободных сульфгидрильных
групп не имеет, а после восстановления в ее составе определяется 5—6
дисульфидных мостиков [101. Для окончательного выяснения числа дисульфидных связей JIIV
было предпринято исследование простым и результативным методом диагонального
электрофореза.
Для проведения диагонального электрофореза предварительно
денатурированную пятиминутным кипячением JIIV гидролизовали трипсином (рН 8,55; 50-кратный
избыток субстрата; 24 ч). Высоковольтный форез триптического гидролизата
процедили при рН 5,6 и напряжении 1000В в течение 40 мин. Время окисления
дисульфидных связей надмуравьиной кислотой варьировали от 2 до 4 ч при комнатной
температуре; оптимальным временем для окисления дисульфидных ЛУЧ следует
считать 2 ч. Из диагональной пептидной карты, приведенной на рисунке, видно, что
молекула Л1У содержит пять дисульфидных мостиков. Данные аминокислотного
анализа карбоксиметилированного фермента подтвердили этот вывод.
Молекулярный вес карбоксиметилироаанной р-1,3-глюканазы ЛIV вычисляли
графически по результатам тонкослойной гельфильтрации на сефадексе Г-25
(сверхтонкий), используя набор стандартных белков MSII (ФРГ) для определения
молекулярного веса [11]. Тонкослойную гельфильтрацию проводили в 0,05 М ацетатном
буфере, рН 5,2, содержащем в первом эксперименте 0,5 М NaCl, а во втором—2%
ДСН. В обоих случаях молекулярный вес карбоксиметилированной ламинариназы
ЛУЧ составлял 18600. Ранее определенный колоночной гельфильтрацией
молекулярный вес нативного фермента был равен 22000 [1]. Таким образом, можно заключить,
что молекула фермента не субъединична.
ЛИТЕРАТУРА
[1] V. V. S о v a, L. А. Е 1 у а к о v а, V. Е. V a s к о v s к у. Biochim. Biophys.
Acta, 212, 111 (1970). [2] К. Н a m a g u с h i, К- Н а у a s h 1. Lysozyme. In «Proteins.
Structure and Function». (Er. by Funatsu M., Hiromi K-) Kodansha Ltd. Japan, 1, 85
(1972). [3] S. Yamamoto, R. Kobayashi, S. Nagasaki. Agr. Biol. Chem.,
38, 1563 (1974). [4] V. N о t а г i o, T. G. Villa, J. R. Villanueva. Biochem. J.,
159, 555 (1976). [5] N. Nelson. J. Biol. Chem., 153, 375 (1944). [6] W. Gray,
B. Hartley. Biochem. J., 89, 379 (1963). [7] Б. Г. Беленький, Э. С. Ганки на,
C. А. Прянишникова, Д. П. Эрастов. Молекулярн. биология, 1, 184 (1967).
[8] Б. Г. Беленький, Э. С. Г а н к и н а, В. В. Нестеров. Докл. АН СССР,
172, 91 (1967). [9] L. С г е s i i e 1 d, S. Moore, W. Stein. J. Biol. Chem., 238, 622
¦CO
О
О" О
о о
о о
о о
&>
о
о

Краткие сообщения
261
(1963). [10] Л. А. Ел яков а, Ж- И. Улькина, Л. И. Бережевская,
Л. И. Г л е б к о. Биоорган, химия, 2, 217 (1976). [11] P. Andrews. Biochem. J.,
96, 595 (1965).
Тихоокеанский институт биоорганической химии Поступило
Дальневосточного научного центра 6. VI 1979 г.
АН СССР :z:.:,:,Z
Владивосток ¦-.'...
УДК 547.944,945+543
О КОЛИЧЕСТВЕННОМ ОПРЕДЕЛЕНИИ СКИММИАНИНА
Д. А. Рахимова, Е. К. Добронравова, Т. Т. Шакиров
Алкалоид скиммианин, выделенный из различных видов Haplophyllum (сем.
Rutaceae) [1], фармакологически активен [2]. Ранее [3] был предложен метод
количественного определения этого алкалоида в надземной части Н. foliosum. В связи с
обнаружением на склонах хребта Бабатаг (ТаджССР) больших запасов травы
Н. perforatum [4] встал вопрос об определении скиммианина в этом сырье.
Содержание скиммианина находили следующим образом. 10 г измельченного
воздушно-сухого сырья смачивали 10 мл 10%-ного раствора аммиака и алкалоиды
исчерпывающе экстрагировали хлороформом в аппарте Сокслета. Экстракт сгущали
до 10—15 мл, количественно переносили в мерную колбу емкостью 25 мл. Из 5 мл
экстракта получали сумму алкалоидов обычным способом [5] и растворяли ее в 5 мл
хлороформа.
На пластинку (24X18 см) с незакрепленным слоем окиси алюминия,
разделенную на три равные части, наносили: на первую полосу в качестве свидетеля — 0,5 мл
0,1%-ного хлороформного раствора скиммианина, на вторую — 0,5 мл хлороформного
раствора суммы алкалоидов, третью полосу оставляли в качестве контрольной. Хро-
матографировали восходящим методом в системе растворителей бензол—ацетон—
метиловый спирт (8:1:1), обеспечивающей отделение скиммианина от
сопутствующих алкалоидов. Проявляли во влажном состоянии реактивом Драгендорфа только
первую полосу, ограждая при опрыскивании другие полосы чистым стеклом. Участки
сорбента на второй и третьей полосах с пятнами, находящимися на уровне
отмеченного пятна скиммианина-свидетеля, переносили в воронки Шота № 4 и элюировалн
50 мл хлороформа, элюент выпаривали досуха, остаток растворяли в 5 мл ледяной
уксусной кислоты и титровали 0,01 н. раствором хлорной кислоты до перехода
окраски из фиолетовой в синюю (индикатор кристаллический фиолетовый).
Количество скиммианина в сырье (х, %) в пересчете на абсолютно сухое сырье
вычисляли по формуле.
г_ 5-259,3-У
/>(Ш0-А)'
где V — объем 0,01 н. хлорной кислоты, израсходованной на титрование, мл;
р — навеска сырья, г;
h — потеря в массе при высушивании сырья, %. 1 мл 0,01 н. хлорной кислоты
соответствует 0,002593 г скиммианина.
Разработанным методом определили содержание скиммианина в сырье,
собранном в 1976 г. на склонах хребта Бабатаг в период цветения. Ниже приведены
данные статистической обработки [6] результатов определения скиммианина в этом
сырье:
/ 7, % S* S р t{p,f) Д* Е, % Еп, %
4 0,554 14,7-10~6 3,83-Ю-3 95 2,78 ±0,0106 ±1,91 ±0,85
Количественное определение скиммианина в субстанции проводили методом
кислотно-основного титрования в ледяной уксусной кислоте при использовании в
качестве титранта раствора хлорной кислоты [7]. Содержание скиммианина в
лекарственной форме, таблетках 0,05 г, определяли тем же методом после
предварительного растирания таблеток. Установили стабильность порошка и таблеток в течение
двух лет.
ЛИТЕРАТУРА ' ':'
[1] С. Ю. Ю ну сов. Алкалоиды. Ташкент, 171 (1974). [2]. Н. И.
Евдокимова, Н. Т. Полиевцев, М. Б. Султанов. Фармакология алкалоидов и их
производных. Ташкент, 167 (1971). [3] Е. К. Добронравова, А. Л. М а р к м а н.

262 Краткие сообщения
Узб. хим. ж., № 2, 31 (1965). [4] X. А. А б д у л л а е в а, И. А. Б ее с о н о в а,
С. Ю. Ю ну с о в. Химия природ, соедин., 219 (1978). [5] А. П. Орехов. Химия
алкалоидов. М., 14 (1955). [6] В. В. Налимов. Применение математической
статистики при анализе вещества. М. (1960). [7] И. Д е и е ш. Титрование в неводных
средах. М. (1971).
Ордена Трудового Красного Знамени Поступило
Институт химии растительных веществ 20. XI 1979 г.
АН УзССР
Ташкент
УДК 547.944/945
АЛКАЛОИДЫ SENECIO OTHONNAE III.
Д. С. Халилов, М. В. Тележенецкая, С. Ю. Юнусов
Ранее из надземной части Senecio othonnae В i e b. были выделены сенецифил-
лин (I), отосенин (II), онетин (III) [1]. Мы исследовали различные органы этого
растения по стадиям развития [2, 3]. Качественный состав суммы алкалоидов для
всех образцов оказался одинаковым, соединение I во всех случаях отсутствует. Из
корней, собранных в Хизинском районе Азербайджана в фазу отмирания надземной
части, выделили вещество II, флориданин (IV), доронин (V) и основание (VI)
с т. пл. 112—113° (хлороформ), Ид+51,92° (с 2,6; ацетон).
По спектральным данным VI следует приписать структуру онетина. В ИК-
спектре VI обнаруживаются полосы поглощения в области 3250—3600, 1730,
1650 см~ . В ЯМР-спектре (дейтеропиридин) имеются дублеты при 1,21 и 1,43 м. д.
(СН3-группы у С-3' и С-6'), синглеты при 1,32 и 1,82 м. д. (СН3-группы у С-2' и N),
однопротонный уширенный синглет винильного протона при 6, 36 м. д. В масс-
спектре VI проявляются пики ионов с пг/е 399, 384, 382, 355, 354, 266, 254, 238, 168,
151, 122, 110, образованные аналогично фрагментации II [4].
Физические свойства III и VI различны. Для выяснения возможности изомерии
провели гидролиз VI в условиях [1]. Из кислой части продуктов гидролиза VI
получили диамид, т. пл. 167—-168°, [a]D +48° (с 2,1; спирт) и ацетоксидилактон, т. пл.
157—158°, идентичные соответствующим продуктам из II. Из основной части
выделили индивидуальное вещество, имеющее одинаковые Rt и масс-спектр с хлоргидра-
том отонецина, однако закристаллизовать его не удалось. При гидролизе II 10%-ной
H2S04 получили вещество с т. пл. Iil2—113°, идентичное VI. Таким образом, VI
должно быть ничем иным, как онетином (III). При стоянии в течение нескольких
дней температура плавления VI повышается до 202—204°, увеличивается его
растворимость в хлороформе, [a]D +48,9° (с 2,6; хлороформ). При повторной
кристаллизации из хлороформа температура плавления понижается до 112—113°. Точно так же
ведет себя и продукт гидролиза отосенина. Следовательно, онетин кристаллизуется
в виде сольвата с хлороформом. Образование сольватов характерно и для других
отонециновых эфиров [5],
II. R=H, R1+R2=0; III. R = H, R1=R2 = OH; IV. R=COCH3,
P1 = R„ = OH; V. R = COCH3, R^CI, R2 = OH; VII. R = COCH3,
R^OCOCHg, R2=OH.
Строение IV предложено на основании спектральных данных и некоторых
химических превращений [2, 5]. Однако прямой корреляции с II или продуктами его
гидролиза не произведено, поэтому не исключается возможность стереоизомерии.
Попытка провести мягкий щелочной гидролиз в условиях [5] оказалась безуспешной.
Мы провели гидролиз IV 15%-ной НС1 и получили хлоргидрат отонецина и яколине-
циновую кислоту.
ос-с~н2с-с-с2--с-
I ¦' *' О * OR j
I
сн,

Краткие сообщения
263
При гидролизе IV 10%-ной H2S04 выделили III, т. пл. 1'12—113° (хлороформ),
после стояния в течение пяти дней т. пл. 203—204°, [a]D +47,2° (с 2,4; хороформ).
Таким образом, окончательно установлена структура флориданина (IV). Флорикалин
(VII) является б'-ацетилфлориданином [5], следовательно, и его строение можно
считать окончательно установленным.
ЛИТЕРАТУРА
[1] Е. С. Жданович, Г. П. Меньшиков. Ж- общ. химии, //, 835 (1941);
А. В. Данилова, Н. И. К о р е ц к а я, Л. М. Уткин. Ж- общ. химии, 32, 647
(1962). [2] Д. С. X а л и л о в, М. В. Т е л е ж е н е цк а я. Химия природ, соедин.,
685 (1973). [3] Д. С. Ха лилов, М. В. Т е л е ж ен е цк а я, С. Ю. Ю н у с о в.
Химия природ, соедин., 866 (1977). [4] Ш. А. Алиева, У. А. А б д у л л а е в,
М. В. Тележенецкая, С. Ю. Юнусов. Химия природ, соедин., 194 (1976);
У. А. Аб дул л а ев. Автореф. канд. дисс, Ташкент (1974). [5] М. P. Cava,
R. V. Rao, J. A. Weisbach, R. F. R a f f a u f, B. Douglas. J. Org. Chem., 44,
3570 (1968).
Ордена Трудового Красного Знамени Поступило
Институт химии растительных веществ 26. XI 1979 г.
АН УзССР
Ташкент
УДК 547.944/945
РЕАКЦИЯ ТЕРМОЛИЗА И ФОТОЛИЗА ЦИКЛЕАНИНА
О. П. Шейченко, О. Н. Толкачев
Изучая строение и свойства алкалоида циклеанина, мы отметили ряд его
особенностей [1—3], связанных с пространственным строением и электронным
распределением в его молекуле [4]. В настоящем сообщении рассмотрены процессы,
протекающие в расплавах и растворах алкалоида и его хлоргидрата при нагревании.
Контроль за ходом процесса осуществляли хроматографически в тонком слое сили-
кагеля ЛСЛ254, обработанного 0,1 н. раствором едкого натра, жидкая фаза —
хлороформ — метанол, 25 : 5.
При хроматографировании хлоргидрата циклеанина после нагревания в
запаянном капилляре при 190° (везде 10 мин) появляются пятна примесей ниже
циклеанина, а при 225° одно из них, идентифицированное с норциклеанином, становится
равным по площади циклеанину. Кроме того, в небольших количествах были
обнаружены изохондодендрин и тетра-О-деметилциклеанин. При более высокой
температуре (270°) циклеанин полностью деметилируется и на хроматограмме остается
единственное пятно близ стартовой линии (рисунок А).
Поскольку последний опыт нельзя объяснить как процесс электрофильного
замещения, параллельно мы провели термолиз основания этого алкалоида, который
имеет гораздо более низкую температуру плавления. В результате отметили, что
реакция легко протекает при нагревании до 175° (2 мин) в твердой фазе и растворе
этиленгликоля при 175—180° (2 мин) с образованием примеси норциклеанина. При
198—200° (в бане) в реакционной массе в растворе этиленгликоля, кроме циклеанина
и норциклеанина, обнаружили изохондодендрин, тетра-О-деметилциклеанин и следы
три-О-деметилциклеанина (рисунок Б). Осаждением оснований водой и
последующим хроматографическим разделением на окиси алюминия из нее выделили нор-
циклеанин с выходом 1,6%, идентичный по спектральным данным известному
образцу алкалоида.
Таким образом, происходит селективное деметилирование метоксила в
положении 7, как наблюдалось нами ранее при реакции циклеанина с электрофильными
реагентами.
Одним из путей синтеза бисбензилизохинолиновых алкалоидов является
реакция Ульмана фенольного и бромзамещенного бензилизохинолиновых фрагментов,
протекающая при высоких температурах [5—21], следовательно, термическое
деметилирование должно сопутствовать основному процессу, что объясняет низкие выходы
при их синтезе. С другой стороны, этот процесс может затруднять идентификацию
синтезированных соединений. При облучении раствора циклеанина в этиленглнколе
светом ртутной лампы также наблюдается 7-О-деметилирование,
При обратном метилировании тетра-О-деметилциклеанина диазометаном в
растворе этиленгликоля получили смесь соединений, в которой хроматографически не
обнаружили других пятен, кроме образующихся при деметилировании циклеанина.
Во всех случаях, как и при деметилировании бромистоводородной кислотой и
хлоргидратом пиридина [1, 2], мы не отмечали изомеров изохондодендрина с гидро-
*68

264
Краткие сообщения
ксилами в положении 6 и 6'. Это наводит на мысль, что предложенные ранее [22]
структуры для протокуридина и неопротокуридина с гидроксильными группами в этих
положениях мало вероятны.
Итак, при нагревании циклеанина и его хлоргидрата при 175—270°
и 190—270° соответственно протекает их деметилирование, причем при 270° они пол-
А
О О
о О
190
о
0
225
.
0
270
б
О О
о о
175-180 175
О
о
л
I 1
II
19S-2DS
0
272
Нагревание хлоргидрата в запаянном капилляре (А) и
основания в запаянном капилляре и растворе этиленгликоля (Б).
ностью превращаются в тетра-О-деметилциклеанин. Деметилирование протекает
ступенчато. Наиболее легко деметилируются метоксигруппы, выведеннные нз плоскости
сопряжения с ароматическим кольцом.
ЛИТЕРАТУРА
[1] О. П. Беличенко, О. Н. Толкачев. Химия природ, соедин., 125 (1976).
[2] О. П. Беличенко, О. Н. Толкачев, Д. А. Ф е с е н к о. Химия природ
соедин., 662 (1977). [3] О. П. Ш е й ч е н к о, О. Н. Толкачев, Химия природ,
соедин., 676 (1979). [4] В. И. Шейченко, О. П. Ш е йДч е н к о, О. Н. Толкачев.
Химия природ, соедин., 60 (1980). [5] М. Tomita, К- 11 о, Н. Yamaguchi.
Chem. Pharm. Bull., 3, 449 (1955). [6] К. F u j i t a n i, Y. А о у a g i, Y. Masaki
Yakugaku Zasshi, 84, 1234 (1964). [7] Т. К a m e t a n i, S. T a k a n о, Т. Kobari,
H. Iida, M. Shinbo. Chem. Pharm. Bull., 16, 1625 (1968). [8] T. Kametani,
H. Iida, K. Sakurai. Chem. Pharm. Bull. 16, 1623 (1968), J. Chem.
(1969). [9]T. Kametani, K. Sakurai, H. Iida. Yakugaku Zasshi, 88
Yakugaku Zasshi, 78, 103, 605 (1958). [11] T.
Chem. Pharm. Bull., 14, 974 (1966). [12]
Y. S. Kao. Sci. Sinica (Peking), 13, 2020
Soc, C, 500
1163 (1968).
Kametani,
Y. Y. Hsien,
(1964), С. А.,
[10] M. Tomita, K. I to
H. Y a g i, S. К а п е d a.
P. С Pan, W. С Chen
62, 9183 i(1965). [13] T. Kametani, S. T a k a n o, K. Masuko, F. Sasaki.
Chem. Pharm. Bull., 14, 67 (1966). [14] M. Tomita, H. Furukawa, Т. Н. Yang,
T. J. Lin. Chem. Pharm. Bull., 13, 39 (1965); Tetrahedron Lett., 2637 (1964). [15]
T. Kametani, S. T a k a n o, K- Satoh. J. Heteroc. Chem., 3, 546 (1966). [16]
T. Kametani, S. T a k a n o, H. Iida, M. Shinbo. J. Chem. Soc, C, 298 (1969).
[17] M. Tomita, K. Fijitani, T. Kishimoto. Yakugaku Zasshi, 82, 1148
(1962). [18]! T. Kametani, H. Iida, K. Sakurai. J. Chem. Soc, C, 1024 (1971).
L19] H. К on do, H. Kataoka, K. Kigasawa. Annual Repotr of ITSUU Lab.,
7, 37 (1957). [20] H. Kataoka. Annual Report of ITSUU Lab., 8, 39 (1957). [21]
K. Fujitani, T. Kishimoto, S. Niimura. Yakugaku Zasshi, 83, 412 (1963),
Chem. Pharm.BulL, 15, 1996. (1967). [22] H. King. J. Chem. Soc, 1472 (1937). [23]
H.-G. Boit. Ergebnisse der Alkaloid Chemie (bis 1960). Akademie—Verlag, Berlin,
238 (1961).
Всесоюзный научно-исследовательский институт
лекарственных растений
¦ Москва
Поступило
¦7. XII 1979 г.

Краткие сообщения
265
УДК 577.11:547.993.615
ЯД ВОСТОЧНОГО ЩИТОМОРДНИКА
ANCISTRODON BLOMHOFFII USSUR1ENSIS
II. ФРАКЦИОНИРОВАНИЕ В ГЕЛЯХ ДЕКСТРАНА
Н. А. Барабанщикова, С. И. Икрамова, Э. С. Садыков,
Л. Я. Юкельсон
Предварительное фракционирование на декстрановых гелях уже хорошо
зарекомендовало себя в приложении к различным змеиным ядам, особенно при выделении
из них низкомолекулярных биологически активных компонентов [1—3]. Цель
настоящего исследованния — разработка и испытание некоторых вариантов гельфильтра-
ции на сефадексах для разделения яда восточного щитомордника Ancistrodon blom-
hoffii ussuriensis с последующим определением ферментативных активностей и
биологическим тестированием полученных фракций. Предполагается, что такое параллельное
Фракция
Гельфильтрация яда восточного щитомордника (50 мг) на
сефадексе G-100. Колонка (2X90 см) уравновешена 0,15 М
ацетатом аммония, рН 5,9. Элюирование уравновешивающим
раствором:
I—V — фракции, объединенные согласно «пикам» белка.
химическое и биологическое изучение фракций позволит более достоверно судить-
о роли отдельных компонентов яда в его биологических эффектах.
Использовали сефадексы G-75 и G-100 (Швеция), а в качестве элюэнтов —
растворы ацетата или бикарбоната аммония различной концентрации. Колонки,
заполненные сефадексами перечисленных выше типов, применяли раздельно или
соединенными последовательно. Во всех случаях достигнута сходная картина гель-
хроматографического разделения яда, а его наиболее типичный и удачный вариант
показан на рисунке.
На основании полученных результатов можно заключить, что среди белково-
пептидных компонентов яда щитомордника преобладают по массе вещества с
молекулярным весом выше 20 000, а это позволяет отнести яд восточного щитомордника
к высокомолекулярным ядам, наиболее богатым ферментами и другими биологически
активными веществами [4].
Ниже представлены результаты полуколичественных исследований
ферментативных активностей и биологического действия фракций яда щитомордника (++Н—
сильный эффект; ++ — средний; + — слабый; — эффект отсутствует):

266
Краткие сообщения
Биологический эффект Фракция
и ферментативная
активность
II III IV V
Токсичность ++ ++-+ + — —
Геморрагический эффект — + + + — — —
Антикоагулирующий
эффект — — + — —
Коагулирующий эффект -\—Ь+ +Н—г — +? +?
Протеолитическая
активность + + + + + + — +? +?
Активность фосфолипа-
зы А2 — — + + + — —
В экспериментах на белых мышах острую токсичность обнаружили для
компонентов фракций I, II, III, где локализуются гидролизующие казеин и гемоглобин
протеолитические ферменты (фракции I и III) и фосфолипаза А2 (фракция III).
Образование геморрагической зоны выявили только при подкожном введении белым
мышам фракции II, что может свидетельствовать об особенностях содержащихся
в ней протеаз. Обе фракции с протеолитической активностью (I и II) стимулировали
свертывание цитратной плазмы донорской крови человека, тогда как содержащая
фосфолипазу А2 фракция III действовала как антикоагулянт.
Незначительная протеолитическая активность и слабое коагулирующее действие
свойственны и низкомолекулярным фракциям IV и V, однако природа действующих
таким образом компонентов этих фракций пока не ясна; можно предполагать, что
здесь содержатся сохранившие активность «осколки» протеаз, образовавшиеся в
результате аутолиза.
Сравнительное изучение яда и фракций с помощью горизонтального и
дискового электрофореза в ПААГе выявило их полную гетерогенность. Наилучшее
разделение достигалось в щелочных буферных системах с рН 8,4—8,5, а в составе яда
и фракций при этом отмечалось значительное преобладание анодных компонентов.
Более детальные представления о химической природе указанных выше
биологически активных компонентов яда щитомордника будут получены после их выделения
в чистом виде, а гельфильтрация может быть использована как первый этап в
общей процедуре их очистки.
ЛИТЕРАТУРА
[1] W. H. R i e s e n, E. J. Hawrylewicz. Biochim. Biophys. Acta, 90, 372
(1964). [2] P. Boquet, Y. Izard, M. Jouannet, J. Meaume, A. M. Rousse-
r a y, C. D u m a r e y, S. О z e n n e, S. С a s s e a u 11. Ann Institute Pasteur, 111,719
(1966). [3] Я. X. Туракулов, В. М. Сорокин, С. А. Нишанходжаева,
Л. Я. Ю келье он. Биохимия, 36, 1282 (1971). [4] Н. W. R a u d о n a t. In: «Die
Giftschlangen der . Erde (Behringwerk—Mitteilungen)», N. G. Elvert, Universitats—
und Verlags—Buchhandlung. Marburg/Lahn, S. 11 (1963).
Институт биохимии Поступило
АН УзССР 8. I 1980 г.
Ташкент
УДК 577.11:547.993.615
МНОЖЕСТВЕННЫЕ ФОРМЫ МЕМБРАНОАКТИВНЫХ ПОЛИПЕПТИДОВ В ЯДЕ
СРЕДНЕАЗИАТСКОЙ КОБРЫ NAJA OXlANA EICHWALD
Л. Я. Юкельсон, Э. С. Садыков, В. Кхолэ
Низкомолекулярные основные компоненты, известные под названием «мембра-
ноактивные полипептиды» [1], к настоящему времени выделены из ядов многих
змей семейства элапидов [2]. Ранее [3] две фракции таких полипептидов были
обнаружены и получены в чистом виде из яда среднеазиатской кобры Naja oxiana
Eichwald. Результаты, представленные в настоящей работе, свидетельствуют о
присутствии в этом яде большего числа фракций основных полипептидов с
мембранной активностью.
Объединенную фракцию Ж + 3, полученную при последовательной
хроматографии яда среднеазиатской кобры на сефадексе G-75 и КМ-целлюлозе [3—5],
подвергли дальнейшему разделению на сульфоэтилсефадексе С-25. При элюировании
возрастающими по линейному градиенту концентрациями хлорида натрия из нее

Краткие сообщения
267
получили шесть компонентов, первый из которых по выходу обладал фосфолипаз-
ной активностью, а остальные фосфолипазы А2 не содержали (рисунок). Электро-
форетические исследования показали, что компоненты II, V и VI (в порядке их
выхода из колонки) представляются гомогенными, причем компонент V по электро-
форетической подвижности и другим свойствам идентичен «прямому гемолизину»,
полученному в чистом виде из яда среднеазиатской кобры ранее [5] Компоненты
III и IV оказались гетерогенными, они плохо разделялись при хроматографии на
сульфоэтилсефадексе и, возможно, содержали взаимные примеси. В целом
результаты гельхроматографии и диск-электрофореза позволили полагать, что выделенные
нами компоненты II—VI являются основными полипептидами, подобными
изученным ранее полипептиду «Е» и прямому гемолизину [3, 5].
Чтобы доказать это положение, мы исследовали прямое гемолитическое и кар-
диотоксическое действие компонентов II—VI, а также их способность потенцировать
| i - Г_! 1 — ' '
п га зо 4в so ss
Номер првИирки
Разделение фракции основных компонентов Ж + 3 яда
среднеазиатской кобры на сульфоэтилсефадексе С-25:
1 — белок, поглощение при 280 нм; 2 — активность
фосфолипазы Аг.
соответствующие эффекты фосфолипазы Аг яда кобры, что в совокупности
считают наиболее достоверными биологическими признаками мембраноактивных
полипептидов [1, 6, 7]. Оказалось, что все выделенные компоненты IL—VI прямо лизи-
руют отмытые эритроциты и останавливают изолированное сердце лягушки в
систоле. Полученные вещества разнились по гемолитической и кардиотоксической
активности и в соответствии с этим с разной степенью потенцировали
соответствующие эффекты фосфолипазы Аг.
Результаты химического и биологического анализов позволяют заключить, что
в яде среднеазиатской кобры содержится по меньшей мере шесть «популяций»
основных мембраноактивных полипептидов. В соответствии с принятой
номенклатурой [8] все они, начиная с полипептида Е [3], могут быть обозначены шифром от
Vc 1 до Vc 6.
ЛИТЕРАТУРА
[1] Е. Con d re a. Experientia, 30, 121 (1974). [2] Е. К а г 1 s s о п. In: «Snake
Venoms» (Ch—Yu. Lee ed.), Springer—Verlag, Berlin—Heidelberg—New York, p. 159
(1979). [3] L. J a. J u k e 1 s о n, E. S. S a d у k о v, V. M. Sorokin. In: «Abstarcts of
Soviet—Indian Symp. on the Chem. of Nat. Products.» Tashkent, p. 189 (1973). [4]
Я. X. Туракулов, В. М. Сорокин, С. А. Нишанходжаева, Л. Я.
Юкельсон. Биохимия, 36, 1282 (1971). [5] Л. Я. Юкельсон, Э. Садыков, В. М.
Сорокин. Биохимия, 39, 816 (1974). [6] Э. С. Садыков, Н. А. Барабанщик о-
в а, Л. Я. Юкельсон, В. М. Сорокин. Узб. биол. ж., № 1, 57 (1974). [7J
Л. Я- Юкельсон, Э. С. Садыков, Д. Н. С а х и б о в, В. М. Сорокин.
Биохимия, 40, 698 (1975). [8] D. P. Botes, F. Н. Н. С а г 1 s s о n, F. J. Joubert,
A. I. Louw, A. J. С. Strydom. С. С. Viljoen. Toxicon, 12, 99 (1974).
Институт биохимии Поступило
АН УзССР 9. I I980 г.
Ташкент

268
Краткие сообщения
v УДК 577.113
ПРЕПАРАТИВНЫЙ МЕТОД ВЫДЕЛЕНИЯ 2(3')-
РИБОМОНОНУКЛЕОТИДОВ ИЗ СЕМЯН ХЛОПЧАТНИКА
М. Р. Нуриддинова, К. Р. Нуриддинов, Р. И. Нуриддинов
Семена хлопчатника сорта 108-Ф измельчали в размельчителе тканей. Ядра
отделяли от шелухи и обезжиривали ацетоном. Обезжиренную муку просеивали
через сито с размером пор 0,25 мм и промывали охлажденной до 0° 0,2 н. НСЮ4,
этанолом, эфиром, после чего высушивали в вакуум-эксикаторе.
Полученный сухой порошок заливали 0,75 н. раствором КОН и растирали
в фарфоровой ступке в присутствии кварцевого песка. Суспензию после отделения
10
20
30
40 50
Номер фракции
Рис. 1. Хроматографические профили нуклеотидов на Дауэкс
1X8 до (а) и после рехроматографии (б).
от кварцевого песка инкубировали 18 ч при 37° [1—4]. Центрифугированием при
3000 об/мин 5 мин отделяли не растворенные частицы, щелочной раствор охлаждали
до 0° и нейтрализовали 5 н. НС104 до рН 7. Центрифугировали при 6000 об/мин.
V30 250
70 29S JW , 23В 250 27В 230 ЗШm
Рис. 2. УФ-спектры нуклеотидов до (А) и после
рехроматографии (Б).
15 мин. Осадок отбрасывали, а супернатант охлаждали до 0° и добавляли 5 н.
НС1 04 до конечной концентрации кислоты 0,2 н. Центрифугировали при 6000 об/мин
15 мин. Осадок отбрасывали, супернатант нейтрализовали 0,5 н. КОН до рН 7 и
30 мин встряхивали с 0,5 объемом смеси хлороформ—изоамиловый спирт (24:1).
Центрифугировали при 6000 об/мин 20 мин.
Собранную водную фазу подщелачивали 0,5 н. NH4OH до рН 9 и наносили на
колонку с Дауэксом 1X8 (200x400 меш.) Serva в формиатной форме. Колонку
промывали бидистиллированной водой до исчезновения поглощения при 230, 260,
280 нм. 2' (З')-Рибомононуклеотиды элюировали градиентом концентрации 1 и 4 н.
НСООН. Скорость элюирования 1 мл/1 мин. Объем фракций 4 мл.
Оптическую плотность фракций измеряли в интервале 230—290 нм.
Хроматографические профили элюции нуклеотидов показаны на рис. 1, а. Кислый раствор
полученных четырех фракций в отдельности упаривали в роторном испарителе.
Измеряли оптическую плотность каждой фракции в 0,1 н. НС1 при 230—290 нм

Краткие сообщения 269 •
(рис. 2, А). После рехроматографирования получили индивидуальные нуклеотиды и
измерили их оптическую плотность в ОД н. НС1 при 230—290 нм (рис. 2, Б).
Экспериментально найдены характерные для этих соединений отношения
величин поглощения при длинах волн. 250, 260, 270, 280, 290 нм:
/ // /// IV
Е-2ЪО!Е260=0,55 ?250/?260=0,83 ?2ВО/?Мо=0>94 ?250/?2бо=0,83
?270<?ш=1,48 ?270/?260=0,73 : ?2ТО/?2бо=0,81 ?270/?25о=0,80
Em!E260=L74 ?,80/^80=0.31 ¦ ?а80/?260=0,69 ?280/?260=0,41
&9о/?2во=1.-5 ?290/?260=0,12 '?290/?260=0,47 ?290/?260=0,11
Найденные значения хорошо согласуются с литературными данными [5]. Для
проверки профиля элюции индивидуальные нуклеотиды объединяли и хроматогра-
фировали на Дауэксе 1X8 (200Х 400 меш.) Serva в формиатной форме (см.
рис. 1, б). Таким образом, из прямого щелочного гидролизата семян хлопчатника
выделены цитидин-2'(3')-фосфат (I), аденозин-2' (З')-фосфат (II), гуанозин-2' (3')-
фосфат (III) и уридин-2' (3')-фосфат (IV). Выход суммы нуклеотидов от сухого
веса обезжиренной муки семян хлопчатника 0,1%.
ЛИТЕРАТУРА
[1] G. Schmidt, S. J. Thanh a use r. J. Biol. Chem., 161, 83 (1945). [2]
W. С Hutchison, H. N. Munro. Analyst., 86, 768 (1961). [3] D. R. E r g 1 e,
F. H. Katterman, T. R. Richmond. Plant Physiol., 39, 145 (1964). [4]
Б. Ф. Ванюшин, А. Н. Белозерский. Докл. АН СССР, 127, 455 (1959). [5]
Т. В. В е н к с т е р н, А. А. Баев. Спектры поглощения минорных компонентов и
некоторых олигонуклеотидов рибонуклеиновых кислот. М., 13 (1967).
Ордена Трудового Красного Знамени Поступило
Институт химии растительных веществ 29. XI 1979 г.
АН УзССР
Ташкент
©
УДК 547.992:546.183
ВЗАИМОДЕЙСТВИЕ МЕТИЛОВОГО ЭФИРА
3-О-АЦЕТИЛГИББЕРЕЛЛИНА А3 С ТРЕХБРОМИСТЫМ ФОСФОРОМ
Т. В. Романченко, А. Г. Друганов, В. А. Ралдугин
Одним из перспективных способов селективного превращения гиббереллина
Аз в менее доступный гиббереллин А7 может явиться способ с заменой третичной
оксигруппы гиббереллина А3 на бром при последующем удалении последнего.
Наиболее подходящим реагентом для проведения первой стадии указанного
превращения мог бы быть трехбромистый фосфор, который, как известно [1], с хорошими
выходами превращает спирты в соответствующие бромиды.
Однако при взаимодействии метилового эфира 3-О-ацетилгиббереллина Aj
с трехбромистым фосфором в пиридине при — 20° вместо ожидаемого бромида
образовалось вещество с т. пл. 224—225°, выход — 52,5%), аналитические данные
которого отвечали брутто-формуле CuHsiO^P.
Характер связей фосфора в полученном соединении выявлен методом ЯМР на
ядрах 31Р. В спектре ЯМР 31Р, записанном для раствора в дейтероацетоне
(внешний стандарт — 85%-ный раствор фосфорной кислоты в воде) наблюдается один
дублет с химическим сдвигом 2,15 м. д. и JPH = 695 Гц. При двойном гетероядернои
резонансе с полным подавлением спин-спинового взаимодействия ядер Р и Н в
спектре ЯМР 31Р наблюдается только синглет при 2,15 м. д. Эти данные
свидетельствуют о наличии в молекуле исследуемого вещества фосфитного остатка
(RO—hP'C ¦ Присутствие этого остатка подтверждается и полосой при 2440 см-
О
в ИК-спектре, характерной для валентных колебаний фрагмента Р—Н [2].
ИК-спектр исследуемого соединения содержит также полосы поглощения при
1660, 1730 и .1765 см~', отвечающие сложноэфирной, лактоиной и метиленовой
группам гиббереллинового остатка. Спектр ПМР полученного продукта (в дейтерохло-
роформе) отличается от спектра исходного вещества только незначительным (на
0,2 м. д.) смещением положения сигналов протонов экзометиленовой группы.

270 Краткие сообщения
На основании полученных результатов можно заключить, что продукт является
фосфитным эфиром исходного соединения и имеет формулу I.
СН3ОС0
о—р—о
""•ОСОСН,
С00СН-
GD0CH,
Необычный ход реакции в данном случае объясняется, по-видимому,
пониженной реакционной способностью оксигруппы в исходном соединении. В литературе
найден один пример аналогичной реакции [3].
При взаимодействии 3-О-ацетилгиббереллина Аз с трехбромистым фосфором в
тех же условиях было выделено исходное вещество с количественным выходом.
Соединение I является первым гиббереллиновым производным, содержащим
фосфор в своей молекуле. Оно может рассматриваться как прототип одного из
вариантов так называемых «гиббереллиноподобных веществ» (ГПВ) или «связанных
гиббереллинов» [4], которые выделяют свободные гиббереллины под действием
ферментов.
ЛИТЕРАТУРА
[1] Л. Ф из е р, М.
(1971); К. Бюлер, Д.
А. Н е u m a n. Synthesis
I. О. Sutherland. Oxford,
58, 598 (1938); С. А., 32,
land, К- Schreiber. Experientia, 20, 89 (1964).
Новосибирский институт органичес^р химии
Сибирского отделения
АН СССР
Физер. Реагенты для органического синтеза, 4. М., 109
Пирсон. Органические синтезы, ч. I. M., 377 (1973);
53 (1979). [2] Comprehensive Organic Chemistry. Ed.
2, 1224 (1979). [3] С. Kawasaki. J. Pharm. Soc. -Japan,
8435 (1938). [4] G. Sembdner, G. Schneider, I. Wei-
Поступило
5. XII 1979 r.

Н. Е. Зайцева, И. С. Кожина.
Полисахариды из стеблей Alcea nu-
diflora. . . . . . . . 145
В. П. Шевченко, Н. Ф.
Мясоедов, В. В. Б е з у г л о в, Л. Д.
Бергельсон. Получение меченных
тритием олеиновой кислоты и проста-
гландинов Е,, и Fla. Исследование
процесса включения трития в молекулы
ненасыщенных жирных кислот и про-
стагландинов . . . . . .148
Т. В. Черненко, А. И.
Глушенко в а, А. У. У м а р о в. Об экстракции
госсипола. ...... 157
Н. П. Мищенко, Л. С.
Степане н к о, О. Е. Кривощекова,
О. Б. Максимов. Антрахиноны
лишайника Asahinea chrysantha. . 160
А. 3. А б ы ш е в. О строении
продуктов фотореакции остола. . . 165
М. П. Ю л д а ш е в, Э. X. Б а т и-
р о в, В. М. Маликов. Кумариновые
гликозиды Haplophyllum perforatum. 168
A. И. Д е р к а ч, Н. Ф.
Комиссаре н к о, В. Г. Г о р д и е н к о, И. П.
Шеремет, И. П. Ковалев, Д. А.
П а к а л н. Флавоноиды Stachys spec-
tahilis . .172
Н. С. Михайлова, К. С. Р ы б а л-
к о. Химический состав Ledum palustre. 175
B. П. Георгиевский. Кислотные
свойства флавоноидных соединений и
выбор растворителя для проведения
потенциометрического анализа . .180
Г. Г. 3 а п е с о ч н а я, С. 3.
Иванова, В. И. Шейченко, Н. А.
Тюка в к и н а, С. А. Медведева.
О-Ацилированные флавоноидные
гликозиды хвои Picea obovata. П. 3"- и 6"-
изомеры л-кумароил-астрагалина . . 186
О. А. Денисова, В. И. Г л ы з и н,
А. В. Пату дин, Д. А. Ф е с е н к о.
Ксантоны из корней Swertia iberica. . 190
Т. Ф. Титова, В. А. Хан, В. И.
Большакова, Л. И. Деменкова,
Ж- В. Д у б о в енко, В. А. П е н т е-
г о в а. Моно- и сесквитерпеноиды
живиц Abies sachalfnensis, A. mayriana и
A. gracilis 195
В. А. Р а л д у г и н, В. Л. С а л е н к о,
Н. С. Г а м о в, Т. Ф. Т и т о в а, В. А.
N. Е. Z ai t se v a, I. S. Koshina.
Polyoses from the stems of Alcea nudi-
flora.
V. P. S h e v с h e n k o, N. F. Mya-
s о e d о v, V. V . В e z u g 1 о v. L. D.
Bergelson. Preparation of tritium —
labelled oleic acids and prostaglandins
E2 and Fla. Investigation of tritium
incorporation into the molecules of
unsaturated fatty acids and
prostaglandins.
T. V. С h e r n e n k o, A. I. G 1 u s h e n-
k о v a, A. U. U m a r о v. On the gossy-
pol extraction.
N. P. Mishchenko, L. S. S t e p a-
nenko, О Е. Krivoshchekova,
0. B. Maximov. The anthraquinones
from the lichen Asahinea chrysantha.
A. Z. A b у s h e v. On the struction
prouducts photoreaction of osthol.
M. P. Yuldashev, E. Kh. В a t i-
r о v, V. M. M a 1 i k о v. Coumarin gli-
cosides of Haplophyllum perforatum.
A. I. Derkach, N. F. К о m i s s a-
r e n k o, V. G. G о r d i e n k o, I. P. S h e-
remet, I. P. К о v a 1 e v, D. A. P a-
k a 1 n. Favonoids of Stachys spectabilis.
N. S. M у с h a i 1 о v a, K- S. R у b a 1-
k o. Chemical study of Ledum palustre.
V. P. Georgievsky. Asidic
properties of flavonoid combinations and choice
of solvent for carrying out potentiomet-
ric analysis.
G. G. Z a p e s о с h n а у a, S. Z. I v a-
n о v a, V. I. S h e i с h e n k o, N. A. T j u-
k a v k i n a, S. A. Medvedeva.
Flavonoid O-acilglycosides of Picea obovata
needles. II. 3"- and 6"-isomeres of
p-coumaroyl-astragalin.
O. A. D e n i s о v a, V. I. G 1 у z i n,
A. B. Patudin, D. A. Fesenko.
Xanthones from roots of Swertia iberica.
T. F. T i t о v a, V. А. К h a n, V. I.
Bolshakova, L. I. Demenkova,
G. V. D u b о v e n k o, V. A. P e n t e g o-
v a. Mono- and sesquiterpenoids from
oleoresins of Abies sachalinensis, A.
mayriana and A. gracilis.
V. A. R a 1 d u g i n, V. L. S a 1 e n k o,
N. S. Gamov, T. F. Titova, V. A.

Хан, В. А. Пентегова. 5S, 8Б-Гер-
макра-1Е, 6Е-диен-5-ол из живицы Picea
ajanensis и его биомиметические
циклизации 199
Л. Н. А т о п к и н а, Н. И. Уварова.
Гликозилирование тритерпеноидов дам-
маранового ряда. I. 25-0-(3-1)-глюкопи-
ранозид 20(8),24(1?)-эпоксидаммаран-
За, 12 р\ 25-триола 205
A. В. К а м ер и и ц к и й,' В. А. Кри-
воручко, И. Г. Решетова.
Трансформированные стероиды. 117. Синтез
5а-окси-6-кетостероидов с б-лактонным
циклом Е. ..... . 208
B. А. М а с л е н н и к о в а, Р. Н. Т у р-
с у н о в а, К. Л. С е й т а н и д и, Н. К.
Абубакиров. Витанолиды Physali's.
II. Витафизанолид 214
М. Р. Я гуд а ев, С. Ю. Ю н у с о в.
ЯМР-исследование алкалоидов. I.
Спектры ЯМР 13С и стереохимия пентаци-
клических оксиндольных алкалоидов
гетероиохимбинового ряда серии эпиалло
и алло. . 217
C. У. Каримова, И. А. И с р а и-
лов, М. С. Юнусов, С. Ю. Юну-
с о в. Алкалоиды Glaucium fimbrillicre-
rum .224
А. Г. Друганов, Л. И. Д е м е н-
кова, И. Е. Максимов, В. А. Рал-
дуг и н, В. А. Пентегова.
Применение высокоскоростной жидкостной
хроматографии для разделения гибберел-
линов и родственных им соединений. . 228
И. К. Ш п р у н к а, Л. Я. Б и н д у к а,
Т. В. Ш и д л о в с к а я, Р. А. Ж а г а т.
Восстановительное алкилирование L-ac-
парагиназы Е. coli . . . . . 232
Э. И. Ч у п к а, Т. М. Рыкова.
Изменение концентрации свободных
радикалов при фотолизе лигнина. . . 236
Б. А. Андерсоне, Я- А. Г р а в и-
т и с, П. П. Э р и н ь ш. Исследование
макромолекулярных моделей лигнина,
полученных из феруловой кислоты. . 239
Краткие сообщения
А. О. Ар и ф ходжа ев, Д. А.
Рахимов, 3. Ф. Исмаилов.
Полисахариды Polygonatum. III. Выделение и
характеристика полисахаридов Р. го-
seum 246
Е. А. Ч е р н ы х, А. А. С е м е н о в.
Химический состав желтого сахара. I.
Выделение 6hc-(2R(—)-2-этилгексил)
фталата 247
А. И. Яковлев. О полисахаридном
составе соцветий Matricaria matricari-
oides . 248
IE. И. К о з a p e з I, M. С. Д у д к и н,
И. С. Казанская. Строение ксилана
донника белого 249
А. 3. Абышев, Юмутинол —
новый дигидрофурокумарин из Seseli jo-
muticum 250
П. X о ж а м б е р г е н о в а, К. Ф.
Блинова. Гликозиды кверцетина из
Astragalus flexus. ..... 251
Khan, V. A. Pentegova. 5S, 8S-
Germacra-IE, 6E-diene-5-ol from oleore-
sin of Picea ajanensis and its biomimetic
cyclisations.
L. N. Atopkina, N. J. U v a r о v a.
Glycosylation of the dammarane type
triterpens. I. 25-0-p>-?)-Glucopyranosyd-
20(S),24-(R)-epoxydammarane-3a, 120,
25-tribl.
A. V. К а m e r n i t z k y, V. А. К г y-
voruchko, I. G. Reshetova.
Transformed steroids. 117. The synthesis of
5a-hydroxy-6-ketosteroids with 6-lactonic
'ring E.
V. A. M a s 1 e n n i k о v a, R. N. T u r-
s u n о v a, K- L. S e i t a n i d i, N. K.
Abubakirov. Withanolides of Physa-
lis. II. Withaphysanolid.
M. R. Y a g u d a e v, S. Y u. Y u n u-
s о v. Study of alkaloids. I. NMR spectra
of 13C and stereochemistry of pentacyclic
oxyindole alkaloids in geterocyclic row
of alio and epiallo series.
S. U. Karimova, I. A. Israilov,
M. S. Yunusov, S. Yu. Y u n u s о v.
The alkaloids of Glaucium fimbrilli-
gerum.
A. G. D r u g a n о v, L. I. Demenko-
v a, I. E. Maximo v, V. A. R a 1 d u-
g i n, V. A. Pentegova. Application
of high-performance liquid
chromatography for separation of gibberellins and
related compounds.
I. K. Shprunka, L. Y а. В i n d u k a,
T. V. Shidlovskaya, R. A. Z h a-
gat. Reduction alkylatibn of
/.-asparaginase E. coli.
E. I. Chupka, Т. М. Rykova.
Concentration change of free radicals by lig-
nin photolysis.
B. A. Andersons, A. Y a. Gravi-
tis, P. P. Erinsh. Study of the lignin
macromolecular patterns, obtained from
the ferulic acid.
Short communications
A. O. Arif khod zhaev, D. A. R a-
h i m о v, Z. F. I s m a i 1 о v.
Polysaccharides of Polygonatym. III. Isolation and
characterisation of P. roseum
polysaccharides.
E. A. Chernikh, A. A. Seme no v.
Chemical composition of the yellow
sugar. I. Isolation of bis-(2R(—)-2-
etylhexil) phtalate.
A. I. Y a k о v 1 e v. About the
polysaccharide analysis of floscule Matricaria
matricaricides.
E. I. Kozares, M. S. D u d k i n,
I. S. Kazanskaya. Structure of the
xylan white melilot.
A. Z. A b у s h e v. Jumutinol — a new
dihydrofurocoumarin fron Seseli jomu-
ticum.
P. Hozhambergenova, K- F.
В 1 i n о v a. Quercetine glycosides of
Astragalus flexus.

М. А. М а к б у л ь, К. Ф. Блинова.
Гликозиды кверцетина из Astragalus
frigidus. ... ... 252
Г. Г. За пес очна я, Э. А. Я р о ш,
Н. В. Сванидзе, Г. И. Я р о ш. Фла-
воноиды листьев Pithecellobium dulce. 252
Т. 3 о р и г, 3. О ю у н г э р э л, Т. Л а с-
.л о. Изоориентин из Gentiana algida. . 253
С. 3. Иванова, Г. Г. Запес
очна я, В. И. Шейченко, Н. А. Т ю-
кавкина, С. А. Медведева.
О строении ди-я-кумароилизокверцит-
рина из хвои Pinus silvestris. . . 254
Г. Г. Николаева, В. И. Г л ы з и н,
Д. А. Ф е с е н к о, А. В. П а т у д и н.
Ксантоновые соединения Gentiana bar-
bata 255
Г. М. К и т а н о в, К. Ф. Блинова.
Ксантоны Hypericum aucheri. . . 256
В. Б. Ушаков, Д. А. Муравьева,
Л. А. Б а к и н а. Сесквитерпены
эфирного масла растений рода Сантолина. 257
И. Д. Ш а м ь я н о в, Г. П. С и д я-
•к и н. Саэлин — новый сесквитерпеновый
лактон из Saussurea elegans. . . 258
Г. Е. Д е к а н о с и д з е, Э. П. К е-
мертелидзе. Калопанакс-сапонин В
из Hedera colchica 259
О. М. Макарова, Л. А. Е л я к о-
в а. Первичная структура |3-1,3-глюкана-
зы Л1У из Spisula sachalinensis. I.
Концевой анализ ...... 259
Д. А. Рахимова Е. К.
Добронравова, Т. Т. Ш а к и р о в. О
количественном определении скиммианина. 261
Д. С. X а л и л о в, М. В. Т е л е ж е-
н е ц к а я, С. Ю. Ю н у с о в. Алкалоиды
Senecio othonnae. Ill 262
О. П. Шейченко, О. Н. Толка-
ч е в. Реакция термолиза и фотолиза
щиклеанина. . . . . . . 262
Н. А. Б а р а б а нщ и к о в а, С. И.
И к р а м о в а, Э. С. С а д ы к о в, Л. Я.
Ю к е л ь с о н. Яд восточного
щитомордника A.ncistrodon blomhoffii ussuri-
ensis. II. Фракционирование в гелях
декстрана. 265
Л. Я. Ю к е л ь с о н, Э. С. С а д ы к о в,
В. К х о л э. Множественные формы мем-
брано-активных полипептидов в яде
среднеазиатской кобры Naja oxiana
Eichwald , 266
М. Р. Н у р и д д и н о в а, X. Р. Н у-
риддинов, Р. Н. Нуриддинов.
Препаративный метод выделения 2'(3')-
рибомононуклеотидов из семян
хлопчатника ....... 268
Т. В. Р о м а н ч ен к о, А. Г. Д р у-
г я н о в, В. А. Р а л д у г и н.
Взаимодействие метилового эфира З-О-ацетил-
гиббереллина А3 с трехбромистым
фосфором. ....... 269
М. А. М a k b о и 1, К- F. В 1 i n о v а.
Quvecetins glycosides from Astragalus
frigidus.
G. G. Zapesochnaya, E. A. Ya-
г о s h, N. B. S v a n i d s e, G. I. Y a-
rosh. Flavonoids of the leaves
Pithecellobium dulce.
T. Z о г i n g, Z. О у и п g е г е 1.
Т. L a s 1 о. Isolation of isoorientine from
Gentiana algida.
S. Z. Ivanova, G. G.
Zapesochnaya. V. I. Sheichenko, N. A.
T у и к a v к i n a, S. A. Medvederi,
On the structure of di-p-coumaroyl-iso-
quercitrine from Pinus sylvestris needles.
G. G. N i к о 1 a e v a, V. I. G 1 у г i n,
D. A. F e s e п к о. А. V. P a t и d i п.
Xanthone compounds of Gentiana bar-
bata.
G. M. К i t a n о v, К. F. В 1 i п о v a.
Xanthones from Hypericum aucheri.
V. B. Ushakov, D. A. M и г a v'e v a.
L. А. В а к i n a. Sesquiterpenes of the
essential oil of plants of Santolin
genues.
I. D. Shamyanov, G. P. S i d у a-
kin. Saelin — a new sesquiterpene
lactone from Saussurea elegans.
G. E. D e к a n о s i d s е. Е. Р. К e-
m e r t e 1 i d z e. Calopanax-saponin В
from Hedera colchica.
О. М. М а к а г о v a , L. A. E 1 у а к o-
v a. A study of primary structure of
B-l,3-glucanase LIV from Spisula
sachalinensis. I. End group analysis.
D. A. R а к h i m о v a, E. K. Dob-
г о n r a v о v a, T. T. S h а к i г о v. On
quantitative test of skimmianin.
D. S. Khalilov, M. V. Telezhe-
n e t s к а у a, S. Y u. Y и n и s о v.
Alkaloids of Senecio othonnae. III.
O. P. Sheichenko, O. N. Tolka-
c h e v. Study of termolysis and
photolysis reaction of cycleanin.
N. А. В a r a b a n t s h i к о v a, S. I.
I к r a m о v a, E. S. Sadykov, L. Ya.
J и к e 1 s о n. The venon of Ancistrodon
blomhoffii ussuriensis. II. Fractionation
in Dextran Gels.
L. Ja. Juke 1 son, E. S. Sadykov,
V. К h о 1 e. Multiform of membrane
active polypeptides from venom of m;d-
dle-asian cobra Naja axiana Eiclwald.
M. R. N и г i d d i n о v а, К h. R. N u-
riddinov, R. N. Nuriddinov. The
preparative method of isolation of
2'(3')-ribomononucleotides from cotton
seeds.
T. V. R о m a n t с h e n к о. A. G. Dru-
ganova, V. A. Ra 1 dugin.
Interaction of methyl ester of 3-O-acetylgibbe-
rellin A3 with phosphorus tribromide.

274
УДК 547.917.
Полисахариды из стеблей Alcea nudiflora. H. E. Зайцева, И. С. Кожина.
Ж- «Химия природных соединений», № 2, 1980. Илл. 1, библ. 5.
Из сердцевины стеблей шток-розы голоцветковой Alcea nudiflora (L i n d 1.)
В о i s s., произрастающей на территории Южного Казахстана, выделен
полисахарид (выход 5%), содержащий остатки глюкуроновои и галактуроновои кислот (в
сумме 42%), а также глюкозы, рамнозы, галактозы, арабинозы, ксилозы (следы)
и маннозы (следы).
Из коры стеблей этого растения выделен полисахарид ((выход 1,8%)
представляющий собой разветвленный полимер, состоящий из остатков рамнозы,
глюкозы, арабинозы (22 : 17 : 2),, а также глюкуроновои и галактуроновои кислот
(в сумме 30%).
В продуктах метилирования этого полисахарида, предварительно
восстановленного по СООН-группам, установлено наличие 2,3,4-три-О-метилрамнозы,
3, 4-ди-О-метилрамнозы, 2, 3, 4, 6-тетра-О-метилглюкозы, 2,6-ди-О-метилглюкозы и
смеси 2,3,6-три-О-метилглюкозы и 2, 3, 6-три-О-метилгалактозы (1:10:14:5:7).
УДК 546.11.3:547.514.483
Получение меченных тритием олеиновой кислоты и простагландинов Ег и Fin-
Исследование процесса включения трития в молекулы ненасыщенных жирных
кислот и простагландинов. В. П. Шевченко, Н. Ф. Мясоедов, В. В. Б е з у г-
л о в, Л. Д. Бергельсон. Ж. «Химия природных соединений», № 2, 1980,
Илл. 4, табл. 5, библ. 10.
С помощью гетерогенного каталитического изотопного обмена с
газообразным тритием в растворе получены [3Н] — простагландин Ег и [3Н] -^ простагландин
F ы. Изучено распределение трития в меченых ненасыщенных жирных кислотах и
простагландинах.
УДК 665.3/35:665.1.03
Об экстракции госсипола. Т. В. Черненко, А. И. Глушенкова,
А. У. У м а р о в. Ж. «Химия природных соединений», № 2, 1980. Библ. 17.
Исследованы условия экстракции госсипола из хлопкового лепестка и
изолированных госсиполовых железок. Установлено, что на количество
извлекаемого гексаном госсипола влияют в основном степень перемешивания, влажность
материала и температура. При настаивании лепестка сначала концентрированной
мисцеллой, а затем гексаном можно извлечь до 60—65% госсипола. Показано,
что гексан и мисцеллы практически не извлекают госсипол как из сухих, так и из
увлажненных госсиполовых железок. И только ацетон экстрагирует его почти
полностью.
УДК 547.673 + 547.976 + 582.29
Антрахиноны лишайника Asahinea chrysantha. Н. П. Мищенко, Л. С.
Степа н е н к о, О. Е. Кривощекова, О. Б. Максимов. Ж- «Химия природных
соединений», № 2, 1980 г. Илл. 1, библ, 4.
Из гексанового экстракта сухого лишайника выделено шесть антрахинонов:
хризофанол I, исландицин II, цинодонтин III, эмодин IV, тетраоксиметилантрахи-
нон V и пентаоксиметилантрахинон VI. Строение I и IV подтвердили прямым
сравнением с заведомыми образцами. Структуру II и III установили при помощи
УФ-, ИК-, ПМР- и масс-спектров. Пигменты V и VI выделили из карбонатной
вытяжки экстракта. Пигмент V: т. пл. > 320°, УФ-спектр: 258, 283, 310, 447, 500,
533 нм, масс-спектр: 286 (М+ 100%), 270, 258, 257, 241, 229, 216, 213, 212,
211, 201, 161, 155, 137, 115, 105, 97. Пигмент VI: т. пл. 315°, УФ-спектр: 247, 261,
302, 500, 540, 565, 578 нм, ИК- 1587, 3492 см"1, масс-спектр: 302 (М+ 100%) 286,
274, 245, 228 метастабильные ионы 248, 6; 219,1; 192,5. Положение Р-гидроксила
в молекулах V и VI окончательно не установлено.

275
УДК 577.15/17.582.89
О строении продуктов фотореакции остола. А. 3. А б ы ш е в. Ж. «Химия
природных соединений», № 2, 1980. Илл. 2, библ. 5.
Приведены результаты изучения фотореакции остола в хлороформе и ацето-
феноне. Показано, что при облучении его в последнем происходит характерная
для кумаринов циклизация по двойным связям как по положениям 3, 4 кумари-
нового цикла, так и в боковой цепи, что приводит к образованию циклобутановых
структур.
УДК 577.15/17:582.89.
Кумариновые гликозиды Haplophyllum perforatum. M. П. Ю л д а ш е в,
Э. X. Б а т и р о в, В. М. Маликов. Ж. «Химия природных соединений>, № 2,
1980, Илл. 1, библ. 14.
Из надземной части Haplophyllum perforatum выделены кумарины скополе-
тин (I), скополетин-7-0-|3-?>-глюкопиранозид (II) и новый кумарнновыв глнкозид
хаплоперозид А (III), т. пл. 212—213°, [а]д —37° (с 0,24; СН3ОН). При кислотном
гидролизе III образуются I и моносахариды ?>-глюкоза, L-рамноза. Частичный
кислотный гидролиз III 10%-ной уксусной кислотой приводит к II и L-рамнозе.
На основании результатов изучения УФ-, ИК-, ПМР-спектров, а также перяодат-
ного окисления и поляриметрического анализа для III установлено строение
6-метокси-7-(0-Р-0-глюкопиранозидо-2-0-о>/.-рамнопиранозил) — кумарина.
Приведены данные, ИК-, УФ-, ПМР- и масс-спектров.
УДК 547.918
Флавоноиды Stachys spectabilis. А. И. Деркач, Н. Ф. К оми сс аренко
В. Г. Гордиенко, И. П. Шеремет, И. П. Ковалев, Д. А. Пакалн. Ж.
«Химия природных соединений», № 2, 1980. Библ. 9.
Из надземной части Stachys spectabilis выделены три флавоноида:
известные— стахифлазид, изостахифлазид и новый — спектабифлазид (I).
На основании химических превращений и анализа спектральных данных для
I предложено строение 5,8,4'-триокси-3/-метокси-7-(0-р,-0-глюкопиранозо-2'*-0-р,-С-
маннопиранозил) -флавона.
УДК 543 + 547.9+633.88
Химический состав Ledum palustre. H. С. Михайлова, К. С. Рыбалко.
Ж. «Химия природных соединений», № 2, 1980. Илл. 1, табл. 1, библ. 5.
Из травы Ledum palustre L., собранной в июле в Костромской области,
выделены р-ситостерин, тритерпеноиды — тараксерол, уваол, урсоловая кислота,
кумарин — фраксетин, флавоноиды — кверцетин, гиперозид, 3,7,3'-триметилквер-
цетин и новый природный флавоноид. Последний был выделен в виде светло-
желтых кристаллов с т. пл. 188—190° (из спирта) состава QgHieOe. На основании
данных ИК-, УФ-, ЯМР- и масс-спектров для него предложена структурная
формула бД'-диокси-З^З'.б'-тетраметоксифлавона.
УДК 543.257.1+543.42 : 547.972
Кислотные свойства флавоноидных соединений и выбор растворителя для
проведения потенциометрического анализа. В. П. Георгиевский. Ж- Химия
природных соединений, № 2, 1980. Табл. 3, библ. 13.
С целью выбора растворителя для проведения потенциометрического
титрования изучена относительная кислотность 22 флавоноидов в воде, метаноле,
ацетоне, диметилформамиде и диметилсульфоксиде. Установлено, что условия
титрования улучшаются при переходе от воды в следующем ряду органических
растворителей: метанол < диметилформамид < ацетон < диметилсульфоксид.

276
УДК 547.972
О-Ацилированные флавоноидные гликозиды хвои Picea obovata. 11. 3"- и 6"
изомеры я-кумароил-астрагалина. Г. Г. Запесочная, С. 3. Иванова,
В. И. Шейченко, Н. А. Тюкавкина, С. А. Медведева Ж. «Химия
природных соединений», № 2, 1980. Илл. 2, библ. 4.
Из хвои Picea obovata выделены два моноацилированных гликозида — ранее
неизвестный 3"-я-кумароил-астрагалин (I) и 6"-я-кумароил-астрагалин (II)-
Установлено, что в условиях мягкого омыления и кислотного гидролиза наблюдается
изомеризация I в II и отщепляется ацильный остаток. Местоположение ацильного
заместителя доказано ПМР-спектроскопией с использованием метода INDOR.
Приводятся физико-химические характеристики ацилированных гликозидов и их
гептаацетатов.
УДК 547.972
Ксантоны из корней Swertia iberica. О. А. Денисова, В. И. Глызин,
А. В. П а т у д и н, Д. А. Ф е с е н к о. Ж. «Химия природных соединений», № 2,
1980. Илл. 1, табл. 2, библ. 13.
Из корней Swertia iberica наряду с известными ранее сверциаперенином,
декуссатином, гентиакохианином, н'орсверцианином выделены два новых
кантона — изогентиакохианин и сверциаиберин. На основании данных УФ-, ИК-,
ПМР- и масс-спектров для изогентиакохианина предложена структура 1,3,8-
триокси-7-метоксиксантона, а для сверциаиберина — 1,2,3-триокси-7,8-диметок-
сиксантона.
УДК 668.445 : 547.596/599 : 547.913.2
Моно- и сесквитерпеноиды живиц Abies sachalinensis, A. mayriana н
A. gracilis. Т. Ф. Т и т о в а, В. А. X а н, В. И. Большакова, Л. И. Д, е м е н-
к о в а, Ж. В. Д у б о в е н к о, В. А. Пентегова. Ж- «Химия природных
соединений», № 2, 1980. Библ. 5.
Изучен состав моно- и сесквитерпеноидов живиц пихт сахалинской (Abifes
sachalinensis F г. Schmidt), Майра (Abies mayriana Miyabe et Kudo) и
грациозной ((Abies gracilis Kom.).
В живице пихты грациозной идентифицировано 37 соединений, из которых
11 монотерпеновых углеводородов, 7 кислородсодержащих монотерпеноидов, 16
сесквитерпеновых углеводородов и 3 сесквитерпеновых спирта.
В живицах пихт сахалинской и Майра идентифицировано по 8 окисленных
монотерпеноидов, 18 сесквитерпеновых углеводородов и сесквитерпеновый спирт—
бизаболол.
УДК 547.593,2 : 668.445
5S, 8S-TepMaKpa-l E, 6Е-диен-5-ол из живицы Picea ajanensis и его
биомиметические циклизации. В. А. Р а л д у г и н, В. Л. С а л е н к о, Н. С. Г а м о в,
Т. Ф. Титова, В. А. Хан, В. А. Пентегова. Ж- «Химия природных
соединений», № 2, 1980, Илл. 1, библ. 11.
Из живицы ели аянской выделен новый сесквитерпеновый спирт, для
которого на основании спектральных и химических данных предложено строение
5S, 85-гермакра-1Е, 6Е-диен-5-ола (I). При фотоциклизации выделенного спирта
получили бурбонол, а при взаимодействии с муравьиной кислотой — у- и б-кади-
нены, формиаты Т-муролола, Т- и а-кадинола, Т-муролол, Т- и а-кадинол.
УДК 547.918+547.922+581.192
Гликозилирование тритерпеноидов даммаранового ряда. I. 25-0-В-?>-Глюко-
пкранозид 20(S), 24(1*)-Эпоксидаммаран-За, 126, 25-триола. Л. Н. Атопкина,
Н. И. Уварова. Ж- «Химия природных соединений», № 2, 1980. Илл. 1, библ. 16.
При гликозилировании 3,12-ди-О-ацетил-20(5), 24(РО-эпоксидаммаран-За,
12В, 25-триола а-ацетобромглюкозой в условиях модификации Гельфериха и

277
трет-бутилортоацетатом .D-глюкозы в условиях ортоэфирного метода с высокими
выходами (60—64%) получен гексаацетат Р-?>-глюкозида 20(S), 24(К)-эпоксидам-
маран-За, 12р\ 25-триола (III) по третичной гидроксильной группе с т. пл. 207—
209°(этанол), [а]д —20,9 (с 1,0; СНС13).
Омыление 10%-ным раствором КОН в метаноле дает свободный 25-0-f$-D-
глюкозид 20(S), 24(К)-эпоксидаммаран-За, 12(3, 25-триола (V) (выход 90%),
т. пл. 275—279° (метанол), [а]|° +11,4 (с 1,0; С5Н5). Приводятся данные ИК-
¦Н- и 13С-ЯМР-спектроскопии и элементного анализа.
УДК 542.91 :547.92
Трансформированные стероиды. 117. Синтез 5а-окси-6-кетостероидов с 6-лаж-
тонным циклом Е. А. В. Камерницкий, В. А. Кр и в о р у ч к о, И. Г.
Решето в а. Ж. «Химия природных соединений», № 2, 1980 Илл. 4, библ. 7.
Статья посвящена синтезу стероидных 5а-окси-6-кетолактонов на базе этвую-
вых эфиров 5,16-диенов. Эпоксидированием последних показано, что наряду с
обычным образованием 5,6-окисей происходит раскрытие первоначально
образующегося 16а, 17-окисного цикла, сопровождающееся внутримолекулярной
циклизацией в 17, 20-диокси-б-лактон. Грсшс-раскрытие 5а,6а-эпоксида в эпокси-
б-лактоне и последующее окисление N-бромсукцинимидом привело к новому
представителю стероидных б-лактонов — 23,16-б-лактону 3-ацетата 24-норхол-Зр\5а,
16ft, 17а,20?-пентаол-6-он-23-овой кислоты.
УДК 547.926
Витанолиды Physalis. П. Витафизанолид. В. А. Масленникова,
Р. Н. Турсунова, К. Л. Сейтаниди, Н. К-Абубакиров. Ж. «Химия
природных соединений», № 2, 1980. Илл. 1, библ. 6.
Из хлороформной вытяжки водного экстракта надземной части Physalis
viscosa L. выделен новый витанолид состава СгвНзвО?, названный витафизаноли-
дом (I). На основе изучения УФ-, ИК-, ПМР- и масс-спектров I и продуктов
окисления его ацетата II — лактона С9Н12О3 (III) и 4|3-ацетокси-5а-окси-1,17-
Дикето-Д2, °^14'-андростандиена (IV) для I предложена структура 40, 5а, 17ft, 20а-
тетраокси-1 -кето-22Н-вита-2,8 (14) ,24-триенолида.
УДК 547.944.9.92
ЯМР-исследование алкалоидов. Спектры ЯМР 13С и стереохимия пентацик-
лических оксиндольных алкалоидов гетероиохимбинового ряда серии эпиалло Я
алло. М. Р. Я г у д а е в, С. Ю. Ю н у с о в. Ж. «Химия природных соединении»,
№ 2, Г980, Илл. 7, табл. 1, библ. 30.
Изучены спектры ЯМР i3C пентациклических оксиндольных ажжашондо*
гетероиохимбинового ряда серии алло и эпиало и сделано отнесение ХС углеро-
дов. Отмечены характерные различия ХС 13С углеродов С2, Сэ, С7, С», Q* Си и
Ci9i которые могут быть полезными для решения стереохимических задач новых
оснований этого ряда по спектрам ЯМР 13С.
УДК 547.943
Алкалоиды Glaucium fimbrilligerum. С. У. Каримов, И. А. Исраилов,
М. С. Ю н у с о в, С. Ю. Ю н у с о в Ж- «Химия природных соединении», № 2, 1980.
Илл. 1, библ. 11.
Из надземной части и корней Glaucium fimbrilligerum выделено 22
алкалоида, из которых три оказались новыми — «/-язокоритуберин, дегидрокоридин и
N-окись коридина.

278
УДК 547.992 + 543.544
Применение высокоскоростной жидкостной хроматографии для разделения
гиббереллинов и родственных им соединений. А. Г. Д р у г а н о в, Л. И. Демен-
к о в а, И. Е. Максимов, В. А. Р а л д у г и н, В. А. Пентегова. Ж- «Химия
природных соединений», № 2, 1980. Илл. 1, библ. 11.
Рассмотрены известные способы получения 4-бромфенациловых эфиров
гиббереллинов. Описан удобный способ получения 4-бромфенациловых эфиров
гиббереллинов, легко регистрируемых УФ-детектором жидкостного хроматографа.
Проведено хроматографическое разделение двух модельных смесей эфиров разной
полярности на мелкозернистом силикагеле.
УДК 577.155.32.04
Восстановительное алкилирование L-аспарагиназы Е. coli. И. К. Ш п р у н к а,
Л. Я. Б и н д у к а, Т. В. Ш и д л о в с к а я, Р. А. Ж а г а т. «Химия природных
соединений», № 2, 1980. Илл. 3, библ. 11.
Получены алкиласпарагиназы с глубиной модификации 1 —10 лизиновых
остатков на субъединицу фермента. Установлено, что алкилирование не влияет
на стабильность фермента, а изменения рН-оптимума каталитического действия
обусловлено химической природой алкилзаместителя.
УДК 634.0.813.11.541.14/15
Изменение концентрации свободных радикалов при фотолизе лигнина.
Э. И. Ч у п к а, Т. М. Рыкова. Ж- «Химия природных соединений», № 2, 1980.
Илл. 5, библ. 1.
Показано, что под действием УФ-света твердых препаратов лигнина
происходит генерация электронных парамагнитных центров (ЭПЦ), концентрация
которых возрастает с понижением длины волны возбуждающего света. В темновой
стадии происходит медленная «гибель» ЭПЦ во времени,.
Реакционная способность отдельных модельных соединений лигнина в
радикальных реакциях в растворах контролировалась с помощью стабильного азото-
кисного радикала, используемого в качестве спиновой метки. Результаты
показывают, что эффективность тушения для отдельных хромофоров значительно
различается и убывает в ряду бензохинон, ванилин, хинонметид, лигнин Бьеркмана,
натронный лигнин. Изменение концентрации ЭПЦ стабильного радикала во
времени описывается уравнением первого порядка.
УДК 547.992.3 + 577.158
Исследование макромолекулярных моделей лигнина, полученных из феруло-
вой кислоты. Б. А. Андерсоне, Я. А. Г р а в и т и с, П. П. Эриньш. Ж
«Химия природных соединений», № 2, 1980. Илл. 3„ библ. 23.
Проведено ферментативное дегидрирование end-wise способом феруловой
кислоты при помощи системы перекись водорода — пероксидаза хрена (ЕС 1.11.1.7).
In vi'tro получены высокомолекулярные аналоги лигнина —¦ дегидрополимеры
(ДГП). Подтверждено, что высокомолекулярная часть ДГП образуется за счет
объединения субъединиц приблизительно одинаковой молекулярной массы
(СП — 20). Одним из факторов .определяющих постоянство молекулярной массы
субъединиц, является достижение СПкр, при котором начинается гетерофазный
синтез ДГП. Кроме этого, важную роль играет поверхностный заряд субъединиц.
По различным причинам, из которых существенной является реакционная
способность субстрата, end-wise способ синтеза может обеспечить протекание bulk
механизма и наоборот.

Поправки
В № 6, 1979 Г. на стр. 865, строка шестая сверху следует
читать C2iH2608Clj.
В № 1, 1980 г. на стр. 30 в подписи под рис. 2 следует
читать 0-ацетил-тетра-0-метил-6-дезоксигекситол.
В настоящем номере на стр. 187 на рис. 1 в формуле
соединения I вместо галактозы должна быть глюкоза.