/
Автор: Павловский Е.Н. Жадин В.И. Киселев И.А.
Теги: растения биология зоология ботаника флора фауна ссср флора ссср пресноводные организмы
Год: 1959
Текст
жизнь
ПРЕСНЫХ ВОД
СССР
Том четвертый
академия наук
зоологический ИНСТИТУТ
СССР
ЖИЗНЬ ПРЕСНЫХ вод
СССР
ПОД РЕДАКЦИЕЙ
акад. Е. Н. ПАВЛОВСКОГО и проф. В. И. ЖАДИНА
IV
Часть 2
ИЗДАТЕЛЬСТВО АКАДЕМИИ НАУК СССР
МОСКВА • 1959 • ЛЕНИНГРАД
Редакционная коллегия
акад. Е. Н. Павловский, В. И. Жадин, И. А. Киселев
ЖИЗНЬ ПРЕСНЫХ ВОД СССР
т. IV, часть 2
Утверждено к печати Зоологическим институтом Академии наук СССР
Редактор издательства С. Д. Вихрев. Технический редактор А. В. Смирнова.
Корректоры Л. А. Петрова и Б. Р. Флакс
Сдано в набор 18/VII 1959 г. Подписано к печати 13/Х 1959 г. РИСО АН СССР № 73—45В.
Формат бумаги 70Xi08*/ie- Бум. л. 10. Печ. л. 20 = 27.4 усл. печ. л. + 1 вкл. Уч.-изд. л.
26.45 +.1 вкл. (0.08). Изд. № 869. Тип. зак. № 257. М-24485. Тираж. 2200.
Цена 20 р. 20 к.
Ленинградское отделение Издательства Академии наук СССР.
Ленинград, В-164, Менделеевская лин., д. 1
1-я тип. Издательства. Академии наук СССР.
Ленинград, В-34, 9 линия, д. 12
ОГЛАВЛЕНИЕ
Стр.
Предисловие. В. И. Жадин ................................................ 5
Глава 44. Биологические тесты при санитарно-биологическом изучении
водоемов. Е. А. Веселов........................................... 7
Введение........................................................... 7
Общие методические замечания...................................... 11
Выживаемость рыб и беспозвоночных животных и симптомы их отравления. 13
Изменения в приросте живого веса рыб.............................. 15
Газообмен рыб..................................................... 17
Пульсация сердца рыб и беспозвоночных ............................ 19
Тканевые и клеточные реакции . . ................................. 27
Оценка ядовитых свойств сточных вод и их составных частей по результа-
там исследования методом тестов.................................... 34
Заключение........................................................ 35
Литература........................................................... 36
Глава 45. Методы изучения кровососущих насекомых, имеющих медицин-
ское и ветеринарное значение. П. А. Петрищева.................... 38
Введение ......................................................... 38
Кровососущие комары............................................... 38
Краткие указания о методах изучения мокрецов...................... 66
Краткие указания о методах изучения мошек......................... 69
Замечания общего порядка.......................................... 72
. Литература............................................................ 77
Глава 46. Методы изучения газообмена рыб и водных беспозвоночных.
Е. А. Веселов......................................................... 79
Введение.......................................................... 79
Методика изучения дыхательного ритма рыб........................ 82
Методы изучения газообмена с применением объемного (титровального)
анализа ........................................................... 88
Манометрические методы изучения газообмена....................... 109
Литература.......................................................... 124
Г л а в а 47. Методы изучения осморегуляции у рыб и водных безпозвоноч-
ных. Е. А. Веселов.................................................... 125
Введение......................................................... 125
Методы определения осмотического давления внешней и внутренней
среды ............................................................ 126
Методы изучения функций осморегуляторных органов................. 158
Литература.......................................................... 174
Глава 48. Методы изучения развития рыб. Т. И. Привольнее...... 177
Введение......................................................... 177
Изучение возможности оплодотворения икры в отсутствие воды ... 177
Набухание икры рыб в начале развития ........................ 179
Влияние «перезревания» половых клеток на жизнестойкость молоди
рыб......................................................... 180
Изучение эффективности гетероспермного оплодотворения у рыб . . . 182
Определение стадий развития рыб................................; 183
Определение интенсивности роста при развитии рыб................. 187
Определение содержания кислорода в воде, необходимого для развития
рыб ........................................................ 190
4
ОГЛАВЛЕНИЕ
Критическое содержание кислорода в воде для молоди рыб разных воз-
растов......................................................... 191
Определение температурного оптимума для молоди рыб ............... 191
Получение фермента вылупления личинок из икры рыб................. 193
Определение устойчивости икры и молоди рыб к повреждающим воздей-
ствиям ...................................................... 193
Стойкость эмбрионов и молоди рыб, вышедших из различно пигментиро-
ванной икры.................................................. 196
Литература........................................................... 196
Глава 49. Методы изучения крови рыб. Т. И. Привольнее................... 198
Определение относительного объема плазмы и кровяных телец......... 198
Определение скорости оседания эритроцитов......................... 199
Приготовление препаратов для исследования кровяных телец......... 200
Измерение эритроцитов и вычисление их поверхности................. 202
Счет эритроцитов.................................................. 203
Счет белых кровяных телец — лейкоцитов............................ 205
Определение резистентности эритроцитов............................ 206
Определение гемоглобина в крови рыб............................... 208
Определение удельного веса крови рыб.............................. 209
Литература........................................................... 211
Глава 50. Методы исследования физических свойств и химического
состава воды. О. А. Алехин ....................................... 213
Работы, выполняемые у объекта..................................... 213
Определения, производимые в лаборатории........................... 243
Обработка результатов анализа..................................... 295
Литература........................................................... 298
Г л а в а 51. Методика изучения физических свойств, механического и хими-
ческого состава донных отложений, В. Д. Коншин и С. Б. Каден . . 301
Методы изучения механического состава отложений.................. 301
Грунтовой раствор................................;................ 302
Физические свойства донных отложений.............................. 304
Методы изучения химического состава отложений.................... 306
Литература ......................................................... 312
Алфавитный указатель авторов.......................................... 314
Алфавитный указатель русских названий организмов..................... 316
Алфавитный указатель латинских названий организмов.................... 316
Алфавитный указатель методов.......................................... 317
ПРЕДИСЛОВИЕ
Настоящей книгой мы заканчиваем издание «Жизни пресных вод
СССР», над которым в течение более 20 лет трудились многие советские
гидробиологи. Вторая часть IV тома нашего труда посвящена описанию
методик изучения обитателей пресных вод и среды их обитания. Здесь
говорится о санитарно-биологическом изучении водоемов, об изучении
кровососущих насекомых — комаров, мокрецов, мошек, о методах изу-
чения некоторых сторон физиологии рыб и водных беспозвоночных —
газообмена, осморегуляции, изучения развития и особенностей крови
рыб. Книга заканчивается описанием методов изучения физических
свойств и химического состава воды и грунта водоемов.
Редакция не смогла исполнить своего обещания напечатать в послед-
ней книге главы о разведении беспозвоночных для экспериментальных
целей и о методах подводного фотографирования. Мы рекомендуем ин-
тересующимся указанными вопросами обратиться к специальной лите-
ратуре. Методы разведения беспозвоночных описаны в большой и не уста-
ревшей по ряду разделов книге: P.S. Galtsoff. Culture methods for inver-
tebrate animals. Ithaca, 1937. О методах подводного фотографирования
в последние годы появилось много статей как в советских, так и зарубеж-
ных журналах. Перечисляем некоторые из них: В. Буданов,
А. Ионин. Фотографирование под водой. Советское фото, 2, 1957;
Н. В. Вершинский. Круговой обзор в подводном телевидении. При-
рода, 12, 1957; Н. Л. Зенкевич и В. Г. Петелин. Фотографирова-
ние морского дна. Природа, 6, 1956; Н. И. Richter. Problematik bei
Unterwasser-Farbaufnahmen. Fotografie, 10, 1956.
Проф. В. И. Жадин.
Глава 44
БИОЛОГИЧЕСКИЕ ТЕСТЫ ПРИ САНИТАРНО-БИОЛОГИЧЕСКОМ
ИЗУЧЕНИИ ВОДОЕМОВ
Е. А. ВЕСЕЛОВ
ВВЕДЕНИЕ
Бурный рост нашей социалистической промышленности с небывалой
остротой ставит вопрос о борьбе с загрязнением водоемов сточными во-
дами промышленных предприятий. Эта задача имеет общее народохозяй-
ственное значение, так как загрязнение водоемов затрагивает, помимо
интересов рыбного хозяйства, интересы здравоохранения, ветеринарии
и сельского хозяйства, а равно и самой промышленности, нуждающейся
в воде, отвечающей определенным химическим и биологическим норма-
тивам (Жадин и Родина, 1950).
Для успешной борьбы с загрязнением водоемов промышленными сто-
ками необходимо знать, какие компоненты этих стоков вредны и какая
степень очистки сточных вод необходима. Решить эту задачу можно гидро-
биологическими, гидрохимическими и физиологическими исследованиями.
Иногда жизнь заставляет решать этот вопрос еще до того, как предприятие
вступило в строй, так как при проектировании завода или фабрики не-
обходимо заранее предусмотреть систему очистки сточных вод. Возни-
кает вопрос о методах, которыми можно определить предельно допусти-
мые концентрации тех или иных компонентов сточных вод. Этот вопрос
является узловым во всем цикле проблем, связанных с охраной рыбо-
промысловых вод от вредного влияния промышленных стоков. При этом
нельзя не учитывать огромного разнообразия конкретных гидрологиче-
ских и биологических особенностей водоемов и характера их рыбохо-
зяйственного использования. При определении норм нагрузки сточных вод
большое значение имеют свойства загрязнителей, входящих в состав
стоков, и особенности их действия на водоем и водные организмы.
Ихтиофауна (и, следовательно, рыбная продуктивность) является
в этих процессах таким звеном, которое зависит, с одной стороны, от из-
менений, вызванных в водоеме сточными водами (влияние на физические
и физико-химические свойства воды и газовый режим водоема), с другой
стороны, тесно связана с изменениями в составе и количестве кормовых
организмов. Взаимоотношения получаются, очень сложные; речь идет
не только о промысловых рыбах, но и о всем комплексе ихтиофауны,
с учетом всех пищевых связей рыб, от которых зависит рыбная продуктив-
ность водоема. Изменения связей рыб с внешней средой затрагивают все
стадии их жизненного цикла, начиная от оплодотворенной и развиваю-
щейся икры и кончая половозрелыми формами.
8
Е. А. ВЕСЕЛОВ
Из этого можно сделать вывод, что сточные воды должны спускаться
в водоем в таком виде, чтобы они не вызывали нежелательных изменений.
Задача очистки — избавить сточную воду от избытка тех составных ча-
стей, которые обусловливают в водоеме вредные изменения. Степень
очистки будет зависеть от предельно допустимой концентрации вред-
ных компонентов, количества сточных вод и количества воды в водоеме,
с которой будут смешиваться сточные воды. Количество сточных вод, кон-
центрация содержащихся в них загрязнителей, количество или расход
воды в водоеме — все это величины, легко определимые. Гораздо труднее
установить предельно допустимые концентрации каждого компонента,
Фиг. 1. Выживаемость верховки в растворах
фенола.
V — выживаемость; С — концентрация фенола.
Фиг. 2. Выживаемость верховки
и карася в воде с примесью
вытяжки балахано-сабунчинской
нефти.
вызывающего нежелательные изменения
в водоеме или оказывающего ядовитое
действие на водные организмы.
При исследовании каждого конкрет-
ного случая спуска сточных вод в рыбо-
V — выживаемость рыб; С — концен-
трация раствора (в мл нефти, затрачен-
ной на приготовление 1 л раствора).
1 — карась (температура воды 20—
21 °C); 2 — верховна (температура воды
16—18°С).
промысловый водоем необходимо ответить на следующие вопросы:
1) вредна или нет данная сточная вода для рыб и основных кормовых ор-
ганизмов; 2) какие составные части сточной воды обусловливают ее вред-
ные свойства; 3) какие концентрации этих компонентов являются предельно
допустимыми.
История исследований по загрязнению рыбопромысловых во-
доемов насчитывает, с точки зрения применявшихся методов, четыре
этапа.
Первый этап, назовем его периодом наблюдений, характеризуется
простым констатированием фактов, собиранием сведений о тех послед-
ствиях для рыбного хозяйства, которые вызывает загрязнение. В России
расцвет этого периода приходится на конец прошлого века и особенно на
первые 10—15 лет нашего века. Основным методом являлось непосредствен-
ное наблюдение за действием стоков на фауну и флору водоемов и анализ
статистики промысла, позволяющий определить ущерб, причиняемый
промышленными и коммунальными стоками рыбному хозяйству. Этот
метод наглядно показывает влияние загрязнения на уловы рыбы, однако
не дает материала для установления норм спуска сточных вод.
БИОЛОГИЧЕСКИЕ ТЕСТЫ ПРИ ИЗУЧЕНИИ ВОДОЕМОВ
9
Следующим этапом является применение экспериментального метода
рыбной пробы, который заключается в определении выживаемости рыб
при различных концентрациях сточной воды или отдельных ее компонен-
тов (фиг. 1 и 2). Пионерами этого метода явились О. А. Гримм (1877;
Гримм и Арнольд, 1901), И. Н. Арнольд (1897), Г. В. Хлопин (1900,
1902); Я. Я. Никитинский и В. И. Долгов (1913). С тех пор он широко при-
меняется не только биологами, но и врачами-гигиенистами, фармаколо-
гами и токсикологами. Подавляющее большинство исследований по токси-
кологии рыб и других водных животных выполнено путем простого изу-
чения выживаемости организмов в растворах изучаемых загрязнителей
(Powers, 1917; Belding, 1927; Steinmann, 1928; Czensny, 1929; Hubbs,
1933; Ellis, 1935, 1936, 1937; Schaut, 1939).
Рыбная проба дает некоторое представление об относительной ток-
сичности стоков и их составных частей, однако этого недостаточно для
выработки норм спуска сточных вод. В различных вариантах рыбной пробы
учитывается, как правило, только острое, а не хроническое отравление
рыб. Во-вторых, чувствительность рыб неодинакова на разных этапах
жизненного цикла рыб (развивающаяся икра, мальки, неполовозрелые
и половозрелые особи) и различна у разных видов. В-третьих — в природе
большое значение имеет действие сточных вод не только на ихтиофауну,
но и на весь остальной органический мир водоема. Большое значение имеет
действие загрязнений на нормальное воспроизводство кормовых запасов
для рыб (планктон, бентос). Между тем чувствительность к ядовитым
веществам у различных представителей планктона и бентоса колеблется
в еще более широких пределах, чем у рыб.
Перечисленные затруднения в определении норм нагрузки сточных
вод привели к применению комплексного метода исследования загряз-
няемого или предназначенного для спуска сточных вод водоема (Долгов
и Никитинский, 1927). Он включает в себя исследование: а) химического
состава стоков, б) гидрологического и гидрохимического режима водоема,
в) влияния стоков на химизм водоема, г) качественных и количественных
изменений планктона, бентоса и высшей водной растительности, д) био-
логии рыб, е) изменений в рыбном промысле, вызванных загрязнением
водоема.
Комплексный полевой метод. чрезвычайно ценен (см. главы 34—42,
50,51), но для получения результатов необходим труд целого коллектива
специалистов (химиков, гидрологов, гидробиологов, ихтиологов) в те-
чение длительного промежутка времени — от 1 до 3 лет.
Четвертый этап изучения влияния сточных вод на водные организмы.
состоит из сочетания полевых наблюдений с лабораторными. Он связан
с применением физиологических методов исследования (Никитинский,
1930; Мудрецова-Висс, 1933; Скадовский, 1939; Брюхатова, 1939; Нови-
кова, 1939; Калашников, 1939). Возникла идея использовать физиологи-
ческие изменения организмов, происходящие под влиянием сточных жид-
костей для того, чтобы иметь более тонкий показатель, чем выживаемость.
Эта идея и применена целым рядом исследователей (Пажитков, 1937;
Строганов и Пажитков, 1941; Минкина, 1946; Таусон, 1947а, 19476).
Методом физиологического исследования удалось подметить вредное влия-
ние загрязнителей в гораздо более низких концентрациях, чем это позво-
ляет сделать метод рыбной пробы.
Серьезным затруднением при решении вопроса о нормах сброса сточ-
ных жидкостей является огромное разнообразие и непостоянство состава
и свойств промышленных сточных вод. Нередко вообще невозможно уста-
10
Е. А. ВЕСЕЛОВ
новить с достаточной точностью состав сточных вод и концентрацию от-
дельных компонентов, тем более что и то и другое подвержено частым
изменениям в ходе технологического процесса. Некоторые составные
части сточных вод оказывают токсическое действие на гидробионтов,
находясь в стоках в минимальном количестве, не поддающемся точному
химическому анализу. Компоненты сточных вод часто вступают в сложное
взаимодействие с веществами, растворенными в воде водоема. Наконец,
постоянно следует иметь в виду, что смесь ядов часто дает сложный токси-
ческий эффект, который нельзя свести к сумме действия составных частей
смеси и трудно заранее предусмотреть.
Вот почему ни один самый полный и тщательный химический анализ
сточной воды не может сам по себе служить основанием для суждения
о том, от каких компонентов надо очищать сточную воду и каковы должны
быть условия разбавления сточной воды в водоеме.
В связи с этими затруднениями автором был предложен эксперимен-
тальный метод биологических и физиологических тестов, который позво-
лил бы в короткий срок давать биологическую оценку токсических свойств
любых сточных вод (Веселов, 1950).1
Идея экспериментального метода комплексных биологических тестов
заключается в следующем. Необходимо подобрать такие биологические
и физиологические показатели (тесты), которые могли бы дать характе-
ристику всего диапазона концентраций исследуемого вещества, начиная
от концентраций безвредных для громадного большинства водных орга-
низмов и кончая концентрациями, губительными для громадного большин-
ства гидробионтов. Тесты должны служить как бы своеобразной шкалой
индикаторов, характеризующих, токсическое действие всего интересую-
щего нас диапазона концентраций данного вещества или смеси веществ.
Испытание ядовитых компонентов сточной жидкости с помощью шкалы
тестов даст биологическую характеристику токсического действия иссле-
дуемого стока.
Тесты не должны быть слишком сложными с методической точки зре-
ния; надо учитывать необходимость проведения массовых экспериментов
в полевой экспедиционной обстановке, без громоздкого и сложного обо-
рудования.
Тесты разделяются на следующие пять групп: 1) изменения в приросте
веса рыб; 2) газообмен рыб и водных беспозвоночных; 3) пульсация сердца
(сердечный ритм) рыб и водных беспозвоночных; 4) тканевые и клеточные
реакции (изменение степени гидратации мышечной ткани рыб, гемолиз,
реакция пигментных клеток рыб, движение ресничек мерцательного эпи-
телия); 5) выживаемость и симптомы отравления рыб и беспозвоночных
животных.
В комплекс тестов включена рыбная проба, но она дополнена многими
другими биологическими и физиологическими тестами. Система тестов
дает развернутую биологическую характеристику токсических свойств
той или иной составной части сточных вод. Путем применения тестов мы
получаем более твердую экспериментальную основу для установления
предельно допустимой концентрации любого реагента или сложной смеси
вредных веществ, каковой обычно является сточная вода.
Наиболее тонким показателем действия того или иного растворенного
в воде ядовитого вещества является изменение интенсивности обмена ве-
1 Описываемый здесь метод нуждается в многократной проверке, поэтому мы
обращаемся к читателям с просьбой сообщать в Редакцию свои суждения об его при-
менимости в практике. (Примеч. ред.).
БИОЛОГИЧЕСКИЕ ТЕСТЫ ПРИ ИЗУЧЕНИИ ВОДОЕМОВ
И
ществ. Об этом можно судить по темпу прироста живого веса рыбы и по
изменению газообмена. Однако из практических соображений следует
начинать работу с опытов по изучению выживаемости гидробионтов в рас-
творах исследуемых веществ, чтобы определить границы летальных
и сублетальных концентраций, и только после этого переходить к физио-
логическим тестам.
Методом тестов следует испытывать не только исследуемую сточную
жидкость, но и все ее основные компоненты.
Переходим к описанию тестов.1
ОБЩИЕ МЕТОДИЧЕСКИЕ ЗАМЕЧАНИЯ
Для приготовления растворов исследуемых загрязнителей (сточной
воды или отдельных ее компонентов) лучше всего применять чистую (не-
загрязненную) отфильтрованную воду из того же водоема, в который
спускаются (или будут спускаться) изучаемые сточные воды. Это важно
потому, что растворимость некоторых загрязнителей в воде зависит от
примесей и физико-химических свойств воды, как это доказал И. Д. Куп-
цис (1901). Изготовление растворов необходимой концентрации удобнее
всего производить путем добавления к воде соответствующего количества
крепкого «рабочего» раствора, имеющего точно установленную концен-
трацию. Концентрированные (рабочие) растворы исследуемых веществ
приготовляются на дистиллированной воде.
Рекомендуется ставить эксперименты с каждым тест-объектом сериями,
по 11 опытов в каждой серии. Это упрощает всю систему разбавления
растворов, что очень важно при массовых опытах. Опыт № 1 — контроль-
ный (вода без добавления загрязнителя), в опыте № 2 концентрация ис-
следуемого вещества составляет, например, 1/1000 часть концентрации
рабочего раствора. В каждом последующем опыте (№ 2, № 3 и т. д.) кон-
центрация повышается на 1/1000 часть (т. е. 2/1000, 3/1000 части маточ-
ного рабочего раствора, и т. д.). В опыте № 1 концентрация раствора
в 10 раз выше, чем в опыте № 2. Для следующей серии опытов приме-
няется, в зависимости от результатов предыдущей серии, более слабая
(1/10000) или, наоборот, более значительная градация концентраций
(1/100 или 1/10 часть концентрации рабочего раствора). Лучше всего за-
ранее вычислить таблицы разведения растворов, рассчитанные на различ-
ный объем посуды, применяющейся для опытов. В табл. 1 указано коли-
чество воды и концентрированного раствора исследуемого вещества для
приготовления 100 мл рабочего раствора определенной относительной
концентрации.
Подобная система разбавления растворов используется и для физио-
логических тестов.
В некоторых случаях (например, при опытах с фистульными рыбами
и изолированным сердцем рыб) необходимо приготовлять растворы ис-
следуемых веществ не на воде, а на рингеровском физиологически экви-
либрированном солевом растворе. Растворы надо готовить с таким рас-
четом, чтобы концентрация исследуемого вещества повышалась в каждом
последующем опыте, а содержание компонентов рингеровского раствора
оставалось бы неизменным, составляя во всех случаях концентрацию
1 Примеры и фактический материал взяты, кроме особо оговоренных случаев,
из работ автора.
12
В. А. ВЕСЕЛОВ
Таблица 1
Таблица разведения растворов на 100 мл
10
60
50
40
20
70
30
0
100
90
80
Вода................
Концентрированный
раствор исследуемого
вещества............
80
90
100
70
10
20
30
40
50
60
0
Раствор
растворе
на рингеровском.
Дистиллированная вода
10-кратный раствор
Рингера ............
Концентрированный
раствор исследуемого
вещества............
90 80 70 60 50 40 30 20 10 0 —
10 10 10 10 10 10 10 10 10 10 —
0 10 20 30 40 50 60 70 80 90 —
нормального рингеровского раствора. Для этого необходимо пользоваться
10-кратным рингеровским раствором, который добавляется в соответствую-
щей пропорции (100 мл/л) к рас-
Фиг. 3. Электрическая мешалка для при-
готовления взвесей, эмульсий и растворов
веществ, слабо растворимых в воде.
1 — небольшой электромоторчик; 2 — стеклянный
сосуд на 1.5—2 л с плотной крышкой; 3 — стек-
лянная винтообразная мешалка, соединенная
муфтой с валиком электромотора; 4 — реостат;
5 — выключатель; 6 — электрический шнур со
штепсельной вилкой.
творам исследуемого вещества
(табл. 1).
Десятикратный раствор Ринге-
ра, пригодный в разведенном виде
для опытов с костистыми рыбами,
приготовляется по рецепту, данно-
му в гл. 47 этой книги. Для опытов
с изолированным сердцем в раствор
необходимо добавить 2.0 г/л глю-
козы. Десятикратный рингеров-
ский раствор удобен для приго-
товления эквилибрированных рас-
творов любой концентрации.
В тех случаях, когда в состав
стоков входят трудно растворимые
вещества, имеющиеся в стоке как
в растворенном состоянии, так
и в виде взвеси или эмульсии (на-
пример, нефть, нефтепродукты,
углеводороды и т. п.), необходимо
прибегать для приготовления рабо-
чих растворов к электрической
мешалке (фиг. 3).
Так, например, для того чтобы приготовить концентрированную вы-
тяжку из нефти, поступают следующим образом. К воде добавляют отме-
ренное градуированной пипеткой определенное количество сырой нефти
(допустим, 10 мл на 1 л). Затем вода с нефтью подвергается энергичному
БИОЛОГИЧЕСКИЕ ТЕСТЫ ПРИ ИЗУЧЕНИИ ВОДОЕМОВ
13
перемешиванию в течение 15 мин. в стеклянном сосуде электрической ме-
шалкой (фиг. 3). Этого срока достаточно для того, чтобы все компоненты
нефти, способные перейти в раствор или образовывать более или менее
стойкую эмульсию, оказались в полученной таким путем вытяжке. После
30-мииутиого отстаивания вытяжка сливается с помощью сифона в воронку
с ватой, чтобы отделить ее от пленки нефти. После вторичного фильтро-
вания вытяжки через бумажный фильтр ее можно применять в качестве
рабочего раствора для опытов, добавляя в различных пропорциях к воде.
При всех опытах важно соблюдать единообразные условия приготовления
вытяжки (одинаковое количество нефти, добавляемой к воде, одинаковую
продолжительность работы мешалки, при одном и том же режиме работы,
который регулируется реостатом, температуру воды и т. д.). От этих
условий зависит до некоторой степени концентрация получаемой вытяжки.
Об относительном содержании органических веществ в вытяжке можно
судить по ее окисляемости, определяемой по методу Кубеля.
Аналогичным образом можно использовать электрическую мешалку
и для приготовления растворов-вытяжек таких трудно и слабо раствори-
мых веществ, как углеводороды. В этом случае для отделения вытяжки
от пленки избыточного вещества надо применять не фильтрование, а от-
стаивание и разделение жидких фаз с помощью обычной делительной во-
ронки.
В течение всех опытов необходимо контролировать температуру воды
и растворов, газовый режим (содержание растворенного кислорода) и ак-
тивную реакцию (pH) среды, так как эти факторы влияют и на раствори-
мость загрязнителей, и на их токсические свойства.
ч
ВЫЖИВАЕМОСТЬ РЫБ И БЕСПОЗВОНОЧНЫХ ЖИВОТНЫХ И
СИМПТОМЫ ИХ ОТРАВЛЕНИЯ
Сущность теста заключается в определении сроков выживания различ-
ных видов водных организмов в растворах изучаемого вещества, начиная
от концентраций, убивающих организмы в течение нескольких минут, и по-
степенно переходя к концентрациям, не оказывающим заметного ядовитого
действия в течение длительного времени (например, десятки суток). В ре-
зультате подобной серии экспериментов получается кривая выживаемости
того или иного организма, в зависимости от концентрации загрязнителя.
Очень важно не ограничиваться двумя-тремя концентрациями изучаемого
вещества, как это делают многие экспериментаторы (Ellis, 1937), а полу-
чить полную кривую, характеризующую возможно больший диапазон
концентраций с большим количеством точек (фиг. 1 и 2).
В список тест-объектов желательно включить всех основных предста-
вителей ихтиофауны того водоема, в который будут спускаться данные
сточные воды, имеющих важное промысловое или кормовое значение.
Из беспозвоночных животных и водной флоры надо включить в список
ведущие формы.
Для проведения опытов в достаточном масштабе необходим набор
стеклянной посуды разного объема, от аквариумов большой емкости (для
крупных рыб), батарейных сосудов на 0.5—3—5 литров (для мелкой рыбы
и различных беспозвоночных) и до кристаллизаторов и чашек Петри вклю-
чительно (для некоторых планктонных организмов).
Опыты необходимо начинать с высоких концентраций, затем перехо-
дить к более низким, до тех пор, пока не будет найдена максимальная
концентрация, не вызывающая вымирания тест-объектов при достаточно
14
Е. А. ВЕСЕЛОВ
длительном воздействии (10—30 суток). Таким образом, следует шаг за
шагом изучить выживаемость всех намеченных тест-объектов как в раство-
рах самой сточной воды, Tait и ее отдельных составных частей, по крайней
мере при трех температурах (например, при 5,15 и 20—25°). Основные
опыты можно поставить с главнейшими тест-объектами. Необходимо
при этом изучить разные стадии онтогенетического цикла (например,
выживание эмбрионов, личинок,
мальков и половозрелых рыб).
С остальными намеченными тест-
объектами можно провести экс-
перименты по упрощенной схе-
ме, чтобы выяснить направление
Фиг. 4. Воздуходувная установка для аэрации
воды в аквариумах и сосудах с подопытным
живым материалом (схема).
1 — электромотор; 2 — воздуходувный насос; 3 — фильтр
для очистки воздуха, поступающего в насос, от пыли
(стеклянная воронка с ватой); 4 — буферный сосуд (стек-
лянная бутыль с тубулусом); 5 — резиновая трубка, сое-
диняющая воздуходувный насос с буферным сосудом;
в — трубка с винтовым зажимом, для удаления избыточ-
ного воздуха; 7 — резиновая трубка, подающая воздух
к распределительной системе; s — распределительная
система (из стеклянных тройников и резиновых трубок);
9—наконечник (стеклянная трубка с оттянутым концом,
опускается в аквариум или сосуд с водой); 10 — винто-
вой важим для регулирования тока воздуха.
Фиг. 5. Изменение токсических
свойств растворов фенола в ре-
зультате аэрации.
V — выживаемость верховки; 1 — в
свежих растворах; 2 — в растворах,
подвергавшихся аэрации (путем про-
дувания воздуха) в течение 1 часа; з —
в растворах, стоявших в течение 1 суток
в открытых сосудах; С — концентрация
фенола.
и размах отклонений от ре-
зультатов, полученных на
основных объектах.
Большое значение имеет аэрация растворов во время эксперимента.
Для многих оксифильных тест-объектов важно, чтобы содержание кисло-
рода в воде не снижалось ниже известного уровня, иначе на ядовитое дей-
ствие загрязнителя будет накладываться влияние кислородного дефицита.
Чтобы избежать этого, надо систематически (не менее одного раза в сутки)
производить аэрацию раствора путем продувания воздуха с помощью
ручной или электрической воздуходувки (фиг. 4). Следует, однако, помнить,
что растворы некоторых загрязнителей (например, углеводородов) не-
стойки и при аэрации их концентрация и свойства могут резко измениться
(фиг. 5). Особенно' трудно работать с растворами сложных и нестойких
загрязнителей неопределенного химического состава, плохо поддающимися
химическому контролю. В подобных случаях лучше всего чаще (не реже
БИОЛОГИЧЕСКИЕ ТЕСТЫ ПРИ ИЗУЧЕНИИ ВОДОЕМОВ
15
одного раза в сутки) заменять раствор свежим, приготовленным на пред-
варительно аэрированной воде.
Для каждого опыта необходимо отметить в журнале время: 1) начала
опыта, 2) появления первых симптомов отравления (заметить, в чем они
заключаются), 3) гибели отдельных особей, 4) гибели всех особей. Для
лучшей сравнимости результатов, полученных для разных видов, при
различных концентрациях, необходимо сопоставлять не только среднюю
выживаемость, по и витальные, сублетальпые и летальные концентрации,
взятые для разных сроков опыта (например, для 1 часа, 1 суток 5,10 и 15
суток).
Витальной концентрацией (a-концентрация) мы называем максималь-
ную концентрацию исследуемого вещества, при которой не погибло ни
одной особи данного вида, в течение заданного срока (например, 10 суток),
при данной температуре. Летальной концентрацией мы называем мини-
мальную концентрацию, при которой погибают все особи данного вида
(у-концентрация). Сублетальная зона концентраций (Р), при которой по-
гибает часть особей, занимает промежуточное положение между виталь-
ной и летальной концентрациями.
Наблюдения за симптомами отравления имеют большое значение для
характеристики ядовитого действия исследуемых веществ. У разных си-
стематических групп водных животных симптомы отравления могут сильно
отличаться, однако их можно сгруппировать в несколько характерных
типов: 1) изменение скорости плавательных движений (ускорение или
замедление движения); 2) полная остановка плавательных движений;
3) сильное возбуждение (у рыб), выражающееся в резких движениях
(иногда в попытках выскочить из аквариума); 4) замедление или ускоре-
ние дыхательных движений; 5) полная остановка дыхательных движений;
6) наркотическое действие ядовитого вещества, выражающееся во вре-
менной приостановке плавательных, а иногда и дыхательных движений;
7) коагулирующее действие ядовитых примесей, содержащихся в воде,
на слизь, покрывающую жабры и поверхность тела (это можно заметить
по побелению слизи, а также по отделению с поверхности тела хлопье-
видных комочков коагулировавшей слизи); 8) ненормальное, так назы-
ваемое «боковое» положение тела животного (у рыб, у ракообразных).
Необходимо подмечать характер симптомов отравления и момент их
возникновения после начала опыта. Накопление подобного рода наблю-
дений позволит установить типологию ядовитых загрязнителей по их
действию на водные организмы.
Во время длительных споров по выживаемости следует поддерживать
во всех опытных сосудах единообразные условия температуры, аэрации
и подкормки подопытных объектов. В интересах сохранения большего
постоянства условий во время опытов не надо помещать на дно аквариум-
ных сосудов песок, подсаживать водяную растительность и т. п., так как
все это может изменить концентрацию загрязнителей.
ИЗМЕНЕНИЯ В ПРИРОСТЕ ЖИВОГО ВЕСА РЫБ
Изменения в приросте живого веса рыб под влиянием токсических
примесей, имеющихся в воде, может служить очень тонким тестом. Опыты
производятся с растворами таких концентраций, при которых уже не
обнаруживается заметных на глаз симптомов отравления. Подопытные
рыбы (например, окуни, ерши, плотва, караси) взвешиваются до опыта,
с возможно большей точностью (мелкие рыбы — на аналитических и на
16
Е. А. ВЕСЕЛОВ
техно-химических весах; взвешивание лучше производить в сосуде с во-
дой), затем размещаются в аквариальные сосуды с заранее приготовлен-
Фиг. 6. Изменение темпа прироста живого веса карася в воде,
содержащей ядовитые примеси.
А — сернокислая медь; Б — фенол; В — бензол; Г — ксилол; а—б —
критические концентрации.
ними растворами исследуемого вещества различной концентрации.
Рыбы содержатся в условиях избыточного питания (дафнией, мотылем,
Фиг. 7. Изменение темпа прироста живого веса карася в воде,
содержащей загрязнители сложного состава.
А — ишимбаевская нефть; Б — балахано-сабунчинская нефть; В —
красильные воды текстильной фабрики им. В. Слуцкой; Г—отбельные
воды той же фабрики; Д — отработанный варочный щелок Сясьского
целлюлозно-бумажного комбината.
дождевыми червями и т. п., в зависимости от вида и размера рыб). Через
каждые пять дней рыб следует тщательно взвешивать.
Обычно достаточно 10—15 дней, для того чтобы вполне выявились
изменения веса, связанные с действием примеси загрязнителя, особенно
БИОЛОГИЧЕСКИЕ ТЕСТЫ ПРИ ИЗУЧЕНИИ ВОДОЕМОВ
17
у быстро растущей молоди рыб. По направлению и интенсивности из-
менения можно судить о том, какие концентрации исследуемого вещества
стимулируют, какие угнетают обмен вещества и прирост рыбы.
Можно ускорить выявление результата предварительным выдержива-
нием подопытных рыб до опыта в течение 10—15 дней без корма. Мелкие
караси и карпы, например, хорошо переносят это голодание. У подго-
товленных таким образом карасей при переводе их на режим избыточного
питания прибавление в весе за 10 дней доходило в контроле (в воде без
загрязнителей) до 7.5% (Веселов, 1950). В растворах различных загряз-
нителей привес колебался от 0 до 10% в зависимости от концентрации
загрязнителя. В растворах высокой концентрации вместо увеличения жи-
вого веса наблюдалось убывание его, доходившее в некоторых случаях
до 5-7% (фиг. 6 и 7).
ГАЗООБМЕН РЫБ *
Общий принцип теста. Для опытов лучше всего исполь-
зовать мелких рыб таких видов, как плотва, окунь, ерш, язь, карась,
лещ. Вообще говоря, можно использовать любой вид рыбы, пригодный для
аквариумного содержания и для выдерживания в респираторе. Мелкие
рыбы удобнее потому, что
можно производить массовые
опыты, определяя газообмен
5—10—20 экземпляров рыб
одновременно. Рыбы предва-
рительно выдерживаются в
течение не менее трех суток
в воде такой же температу-
ры, при которой будет про-
исходить опыт. Затем рыбы
переводятся в растворы ис-
следуемого загрязнителя,
имеющие различную концен-
трацию. Этим методом иссле-
дуются слабые растворы, ко-
торые не вызывают быстрого
летального эффекта или ос-
трого отравления,заметного
на глаз.
Обычно уже на вторые сут-
ки можно наблюдать замет-
ные отклонения в уровне газо-
обмена подопытных рыб по
Фиг. 8. Выживаемость и дыхательный ритм ка-
расей в воде с примесью вытяжки ишимбаев-
ской нефти.
А — средняя выживаемость карасей (Vm) в сутках;
Б — продолжительность одного дыхательного движения
жаберных крышек в долях секунды (1 R/сек.); В — со-
держание растворенного кислорода в воде (О, в мг/л).
С — концентрация раствора (в мл нефти, затраченной
на приготовление 1 л вытяжки).
сравнению с контрольными.
Простейшим способом изучения дыхания является наблюдение дыха-
тельного ритма рыб, более точный метод состоит в определении самого
газообмена (потребления кислорода и выделения углекислоты).
Дыхательный ритм. Далеко не каждый вид рыбы пригоден
для изучения влияния различных реагентов на ритм дыхания. Удобнее
всего использовать не слишком подвижных рыб, так как чрезмерная
подвижность сильно затрудняет подсчет дыхательных движений.
1 См. гл. 46 настоящей книги.
2 Жизнь пресных вод, т. IV, ч. 2
18
Е. А. ВЕСЕЛОЕ
Можно непосредственно подсчитывать с секундомером в руках коли-
чество дыхательных движений жаберных крышек в минуту. Однако точ-
нее и удобнее определить по секундомеру время, необходимое для 100 ды-
хательных движений, а затем вычислить количество дыхательных дви-
жений в одну минуту. Помимо специальных опытов, определение дыха-
тельного ритма можно производить одновременно с опытами по выжи-
ваемости рыб в воде, содержащей примесь тех или иных сточных вод и их
компонентов.
Единичные наблюдения обычно мало характерны, однако средние ве-
личины, выведенные из значительного числа наблюдений, весьма устой-
чивы и вполне могут служить для характеристики физиологического
состояния рыбы (фиг. 8). Дыхательный ритм может изменяться в зависи-
Фиг. 9. Изменение интенсивности газо-
обмена верховки в зависимости от кон-
центрации бензола в воде.
мости от газового режима, поэтому
важно следить, чтобы содержание
растворенного кислорода поддержи-
валось на относительно постоянном
уровне. Большая или меньшая устой-
чивость дыхательного ритма при
колебаниях парциального давления
кислорода зависит от видовых осо-
бенностей рыб. Так, например, ды-
хательный ритм карася мало зависит
от концентрации растворенного кис-
лорода, по крайней мере в пределах
1.56—5.50 мг 02 в 1 л. Эта важная
физиологическая особенность карася
делает его особо ценным объектом для изучения влияния сточных вод на
газообмен рыб, так как многие сточные воды отличаются неблагоприятным
кислородным режимом.
Определение дыхательного ритма следует производить ежедневно
(желательно по 2 раза в день, в одни и те же часы) в течение длительного
срока (не менее 10 суток).
Характеристика газообмена. Для массового опре-
деления газообмена рыб можно применить респираторы, описанные в гл.
46 этой книги. Первое определение газообмена подопытных рыб надо про-
извести до помещения рыб в растворы загрязнителей, а затем в растворах
загрязнителей повторять их ежедневно, в одно и то же время, при одина-
ковых условиях.
Ввиду большой изменчивости уровня газообмена нельзя полагаться
на единичные определения; только ряд опытов с переменной концентра-
цией загрязняющих веществ может выявить направление изменения газо-
обмена (фиг. 9).
Дополнительную характеристику действия загрязнителей на рыб
может дать изменение дыхательного коэффициента (ДК). Он отражает
наступающие под влиянием загрязнителя нарушения в окислении питатель-
ных веществ в организме рыбы. Дыхательным коэффициентом является отно-
шение объема выделенной углекислоты к объему поглощенного кислорода:
ДК = объем .
Величина дыхательного коэффициента зависит от характера основных
питательных веществ, которые окисляются в организме. Для углеводов
он равен 1.00, для жиров 0.71, а для белков 0.781. Дыхательный коэф-
БИОЛОГИЧЕСКИЕ 'ГЕСТЫ ПРИ ИЗУЧЕНИИ ВОДОЕМОВ
19
фициент изменяется в зависимости от элементарного химического состава
питательных веществ, подвергающихся окислению (Коштоянц, 1940).
Накопление фактического материала по изменению дыхательного
коэффициента рыб под действием слабых растворов загрязнителей пред-
ставляет большой практический и теоретический интерес.
ПУЛЬСАЦИЯ СЕРДЦА РЫБ И БЕСПОЗВОНОЧНЫХ
К числу весьма распространенных способов изучения токсических
свойств различных веществ относится регистрация ритма сокращений
сердца различных животных, подвергаемого действию растворов иссле-
дуемых веществ. Возможность применения изолированного сердца в ка-
честве тест-препарата основана на том, что реакция сердца на действие
яда определяет и отражает реакцию всего организма. Имеет значение сам
факт кардиотропного действия яда; та или иная степень поражения сер-
дечной деятельности связана с нарушением энергетического баланса
всего организма (Правдин, 1933, 1947; Базарова и Правдин, 1933).
Для изучения токсических свойств сточных вод и их компонентов при-
меняются два метода: 1) наблюдение пульсации сердца рыб и беспозво-
ночных in situ (в неповрежденном организме или с применением фистуль-
ной методики); 2) наблюдение над пульсацией изолированного сердца рыб.
Возможны три способа применения этих тестов.
1-й способ. Последовательно, через определенные промежутки
времени увеличение концентрации исследуемых веществ в исходной среде
(аквариумной воде, растворе Рингера), в которой находится один и тот же
экземпляр тест-объекта. Преимущество этого метода в том, что мы имеем
дело все время с одним и тем же экземпляром тест-объекта, который по-
степенно «привыкает» к плавному повышению концентрации и поэтому
мягче и естественнее реагирует на действие изучаемого вещества.
2-й способ. Для каждой концентрации исследуемого вещества
применяется новый экземпляр тест-объекта, который переносится из кон-
трольных условий (вода или рингеровский раствор) в раствор изучаемого
вещества соответствующей концентрации. Для изучения какой-либо дру-
гой концентрации того же реагента применяется новый, свежий тест-
объект. Недостатком этого метода является затрата большого количества
живого материала при массовых экспериментах. Кроме того, трудно учесть
все отклонения от нормы реакции, связанные с индивидуальными особен-
ностями каждого нового экземпляра животного.
3-й способ. Работа производится с одним и тем же экземпляром
тест-объекта, который после каждого воздействия раствором исследуемого
вещества тщательно отмывается нормальной средой (водой или раствором
Рингера) до приведения в исходное, функциональное состояние, а затем
снова используется для изучения действия другой, более высокой концен-
трации изучаемого вещества. Этот метод обладает тем недостатком, что
крайне затягивает опыт и истощает тест-объект.
Каждый из этих методов имеет свои достоинства и недостатки. Можно
рекомендовать в некоторых случаях применять все три метода таким обра-
зом, чтобы они взаимно дополняли и контролировали друг друга.
Наблюдение сердца рыб через фистулу в полости тела
Многолетняя работа с карасями в качестве объекта для различных
физиологических экспериментов убедила нас в исключительной непри-
хотливости, выносливости и живучести этой рыбы. Карась больше всех
2*
20
Е. А. ВЕСЕЛОВ
других рыб пригоден для острого опыта, в частности для применения фи-
стульной методики.
Если вырезать в стенке тела живого карася небольшое окно, через
которое было бы видно пульсирующее сердце, то такой фистульный ка-
рась может прожить, при некоторых мерах предосторожности, свыше трех
суток, ничем лне отличаясь по своему поведению от неоперированных
Фиг. 10. Фистульный карась. Через око-
шечко в стенке тела видно сердце.
1 — желудочек; г — предсердие.
контрольных карасей. Прибавляя
к воде с фистульным карасем то
или иное вещество, можно просле-
дить его влияние на ритм пульса-
ции сердца.
Техника операции.
Для опыта отбираются вполне
здоровые рыбы 9—10 см длины.
Стенка полости тела рыбы надре-
зается острыми препаровальными
ножницами по брюшной стороне,
начиная от точки, находящейся
на половине расстояния между
брюшными и грудными плавника-
ми, и до жаберных крышек (фиг. 10). Второй надрез делается парал-
лельно левой жаберной крышке, до спинной стороны полости тела. Оба
разреза соединяются; отрезанный треугольный кусок стенки тела надо
удалить вместе с левым грудным плавником. Перикардиальную сумку
необходимо осторожно разрезать, чтобы
обнажить сердце. Всю операцию необ-
ходимо проводить с максимальной осто-
рожностью, избегая повреждений серд-
ца и кровеносных сосудов.
Оперированную рыбу следует поме-
стить на 10—15 мин. в водопроводную
Таблица 2
Влияние слабых растворов серно-
кислой меди на пульсацию сердца
и дыхательный ритм фистульного
карася
(средние данные из 5 опытов при
температуре 18.5°)
воду, а затем осторожно перенести в
раствор Рингера.
В первые минуты караси плохо себя
чувствуют и лежат на боку. Если их
оставить в водопроводной воде, они
погибают. Перенести рыбу сразу после
операции в рингеровский раствор тоже
нельзя, так как в этой среде кровь пло-
хо свертывается, перерезанные сосуды
остаются незакрытыми и рыба может по-
гибнуть в результате сильного кровоте-
чения. В водопроводной воде кровотече-
ние довольно быстро прекращается,
Концен- трация меди (мг/л) Число пульсаций сердца в 1 мин. Число дыхатель- ных дви- жений в 1 мин.
0 62.5 106.0
0.26 63.8 107.1
0.77 50.3 92.3
1.27 42.8 8 1.0
1.78 . 37.7 77.9
2.55 27.5 0—45
Оперированные караси, перенесенные из водопроводной воды в раствор
Рингера, через 20—30 мин. совершенно поправляются и довольно бодро
плавают. Пульсирующее сердце прекрасно видно. Карась выживает
в подобном состоянии более трех суток, при соответствующем уходе.
Последний состоит в том, что рыбу необходимо один раз в сутки опола-
скивать водопроводной водой и заменять рингеровский раствор свежим.
Не исключена возможность, что можно добится более длительного выжи-
вания фистульных карасей. Необходимо также делать опыты по приме-
нению фистульной методики на других рыбах. .
БИОЛОГИЧЕСКИЕ ТЕСТЫ ПРИ ИЗУЧЕНИИ ВОДОЕМОВ
21
Применение фистульной рыбы. Для проведения опыта
оперированная рыба помещается в стеклянный прямоугольный сосуд
с раствором Рингера. Размеры сосуда зависят от размеров рыбы. Напри-
мер, для фистульных карасей длиной в 10 см можно применить сосуды
с размерами приблизительно ЗУг X 12x12 см, содержащие по 250 мл рип-
геровского раствора. Благодаря плоской форме сосуда движения карася
весьма ограничены; через стенку банки легко сосчитать сокращения сердца,
засекая время секундомером.
Скорость пульсации сердца отмечается по системе желудочка. После
нескольких определений к раствору Рингера добавляется концентриро-
Фиг. 12. Влияние температуры на ча-
стоту пульсации сердца (Р) карася.*
1 — фистульный карась; 2 — изолированное
сердце.
Фиг. 11. Изменение темпа пульсации серд-
ца (Р) и дыхательных движений жаберных
крышек (R) фистульного карася по мере
повышения концентрации фенола в воде (С).
ванный раствор исследуемого загрязнителя, по каплям, при осторожном
помешивании стеклянной палочкой, с таким расчетом, чтобы получить
в сосуде очень слабый раствор желаемой наименьшей концентрации.
Фистульный карась — очень чувствительный объект: незначительная
примесь ядовитых веществ вызывает изменение сердечного ритма уже
через 3—5 мин. Такая высокая чувствительность вполне понятна. Благо-
даря вскрытой полости тела ядовитые вещества могут проникать в кровь
и непосредственно в ткани, минуя защитные барьеры кожи и жаберного
аппарата. Определение скорости пульсации можно производить уже через
20 мин. после прибавления к воде исследуемого вещества; в течение этого
срока вполне устанавливается новая норма сердечного ритма, вызванная
действием прибавленного реагента (табл. 2).
На фистульных рыбах можно одновременно наблюдать и пульсацию
сердца, и дыхательные движения жаберных крышек. Такой тест-объект
ценен тем, что дает количественное отражение общей реакции организма
как целого на действие ядовитых примесей, которые содержатся в воде
(фиг. И).
Очень существенным фактором, влияющим на ритм сердцебиений,
является температура. С повышением температуры от 12 до 20° пульса-
ция сердца ускоряется в 2 раза. Между температурой и количеством
сокращений сердца в минуту наблюдается прямолинейная зависимость
(фиг. 12).
22
Е. А. ВЕСЕЛОВ
Даже при соблюдении вполне одинаковых условий опыта (температура,
размер рыб и т. д.) все же наблюдаются значительные и стойкие индивиду-
альные отклонения. Например, при 17° среднее количество сокращений
сердца в 1 мин. колеблется у разных экземпляров фистульных карасей от
31.5 до 60 в минуту, при средней величине 51.1. Поэтому необходимо
принимать во внимание не абсолютное число пульсаций сердца, которое
у разных экземпляров одного и того же вида значительно варьирует,
а отклонение (в %), вызванное действием исследуемого вещества.
Помимо температуы и индивидуальных физиологических отличий,
приходится учитывать колебания скорости пульсации, вызванные эндо-
генными импульсами, главным образом нервного происхождения. Хотя
оперированные караси ведут себя спокойно, все же результаты ряда сле-
дующих друг за другом наблюдений (с интервалом 4—5 мин.) могут от-
клоняться на 10—12% средней величины. Необходимо пользоваться не
единичными определениями, а средними из 4—5 наблюдений, следуемых
одно за другим.
При неизменных внешних условиях в чистом растворе Рингера (без
добавления загрязнителя) средняя частота сокращений сердца фистуль-
ного карася очень долго сохраняется на постоянном уровне. В течение
2—3 часов после начала опыта отклонения не превышают 10%, а это
как раз тот срок, который необходим, чтобы использовать оперированного
карася в качестве тест-объекта для характеристики того или иного компо-
нента сточных вод. При более длительном сроке опыта (до 24 часов) ды-
хание и работа сердца становятся более ровными и ритмичными, чем в пер-
вые часы опыта.
Изолированное сердце рыб
Изолированное сердце имеет ряд преимуществ. Отделенное от централь-
ной нервной и сосудистой систем, оно находится вне сферы их влияния,
которое могло бы в условиях целого организма замаскировать действие
того или иного фактора. Большое значение имеет то обстоятельство,
что отравленное сердце способно после промывания его нормальной сре-
дой (чистым раствором Рингера) возвращаться к нормальной деятельности.
Мы применяли изолированное сердце нескольких видов рыб: окуня
(Perea fluviatilis L.), ерша (Acerina cernua L.), колюшки (Gasterosteus
aculeatus L.), карася (Garassius carassius L.) и верховки (Leuciscus de-
lineatus Heck.). Наиболее пригодными оказались два последних вида;
сердце других рыб оказалось менее выносливым.
Методика препаровки. Препаровку следует производить
острыми анатомическими ножницами в следующем порядке:
1) отрезать жаберные крышки;
2) вскрыть полость тела разрезом, проведенным с брюшной стороны
от анального отверстия до нижней челюсти;
3) срезать стенки полости тела с правой и левой сторон;
4) удалить кишечник, печень и другие внутренние органы, кроме
сердца;
5) вскрыть перикардий;
6) перерезать венозные сосуды кзади от венозного синуса;
7) перерезать брюшную аорту;
8) осторожно отпрепаровать и отделить сердце;
9) поместить его в бюксу с раствором Рингера.
В некоторых случаях рекомендуется отпрепаровать сердце вместе
с небольшим кусочком жаберного аппарата или с маленьким кусочком
БИОЛОГИЧЕСКИЕ ТЕСТЫ ПРИ ИЗУЧЕНИИ ВОДОЕМОВ
23
мышечной стенки тела, чтобы удобнее переносить препарат пинцетом из
одного раствора в другой (фиг. 13). Это имеет большое значение при мас-
совых опытах. Такое изменение способа препаровки не влияет сколько-
нибудь заметным образом на характер пульсации сердца.
Фиг. 13. Отпрепарованные сердца верховки и карася.
А. — сердце верховки; 1 — кусочек позвоночника с мускулатурой (по окончании
препаровки отрезается по указанной на рисунке линии); в — жабры; з — желу-
дочек; 4 — предсердие. Б — сердце карася; 1 — венозный синус; 2 — предсердие.
з — желудочек; 4 — артериальный бульбус; .5 — брюшная аорта.
Применение изолированного сердца. Учитывая
необходимость массовых экспериментов в полевой обстановке, лучше
всего остановиться на более
оборудования,и ограничить-
ся простой регистрацией ко-
личества пульсаций изолиро-
ванного сердца рыбы.
В небольших стеклянных
стаканчиках (или бюксах)
заготовляется серия раство-
ров с различной концентра-
цией исследуемого вещества.
Растворы приготовляются на
ренгеровском растворе с глю-
козой. Изолированное сердце
сначала помещается в чистый
раствор Рингера с глюкозой.
Через 30 мин. производится
подсчет скорости биения
сердца (по сокращению пред-
сердия), затем сердце осто-
рожно переносится, с по-
мощью тонкого пинцета, в
стаканчик с наиболее слабым
простых методах, не требующих сложного
С(6.мг/л)
Фиг. 14. Выживаемость верховки (Vm) и пуль-
сация ее изолированного сердца (Р) в раство-
рах фенола.
С — концентрация фенола.
раствором исследуемого ве-
щества. Сердце реагирует на изменение химического состава внешней
среды, судя по опытам с сердцем верховки и карася, очень быстро. Не
более чем через 5—10 мин. устанавливается тот новый ритм сердцебиения,
который характеризует действие прибавленного вещества. После того как
процесс установления нового ритма вполне закончится, т. е. минут через
20 после погружения сердца в новый раствор, можно производить опреде-
ление скорости пульсации.
24
Е. А. ВЕСЕЛОВ
Затем сердце переносится в следующий, более концентрированный рас-
твор, через 20 мин. снова определяется ритм сердцебиения, ит.д., посте-
пенно доходят до такой концентрации, при которой деятельность сердца
прекращается. Каждый опыт следует повторить на новых препаратах
изолированного сердца. Скорость пульсации устанавливается путем опре-
деления секундомером времени, необходимого для 100 сокращений пред-
сердия, потом вычисляется количество сокращений в минуту.
Не все рыбы в одинаковой степени пригодны для подобных опытов
в связи с различной выносливостью сердца рыб разных видов. Например,
сердце карася и верховки более пригодно, чем сердце колюшки, окуня и
ерша. Изолированные сердца карася и верховки могут работать 10—20 ча-
сов в рингеровском растворе без всякого ухода, а это вполне достаточный
срок для таких опытов.
Отдельные экземпляры изолированного сердца одного и того же вида
рыб значительно отличаются по ритму сердцебиений, несмотря на одина-
ковые внешние условия (температуру, состав физиологически-эквилибри-
рованной среды, ее pH и т. д.). Отклонения от средней величины, харак-
терной для данных условий, доходят до +30%. Колебания ритма пульса-
ции у одного и того же препарата изолированного сердца карася в течение
1—2 часов не превышают, при неизменных условиях, 10%. Для повышения
точности наблюдений необходимо брать среднее из нескольких (4—5)
наблюдений, следующих одно за другим.
Применяя изолированное сердце в качестве токсикологического тест-
объекта, нужно учитывать, помимо состава и температуры’исследуемых
растворов, значительные индивидуальные колебания ритма сердцебиений
и принимать во внимание не абсолютную частоту пульсации, а ее измене-
ние в процентах от исходной величины, наблюдающейся в чистом ринге-
ровском растворе, до воздействия на сердце исследуемого реагента
(фиг. 14).
Фистульные двустворчатые моллюски
Можно использовать в качестве тест-объекта крупных двустворчатых
моллюсков, с применением фистульной методики, напоминающей мето-
дику работы с фистульными рыбами. Можно, например, использовать для
этой цели перловицу (Unio).
Препаровка моллюска. Крепким напильником с крупными
насечками осторожно спиливается участок раковины под задней частью
лигамента, как показано на фиг. 15. Когда слой раковины в этом участке
будет достаточно тонким, надо осторожно проломать пинцетом небольшое
отверстие и расширить его во все стороны зубоврачебными щипцами,
чтобы в образовавшееся окно было видно сердце. Операция производится
с предосторожностями, необходимыми, чтобы не повредить мантию.
Заклеивать сделанное таким путем окно в раковине каким-либо про-
зрачным водонепроницаемым материалом (целлулоидом, целлофаном и
т. п.) пет надобности; мантия служит надежным барьером, предохраняю-
щим гемолимфу от разбавления водой. Этому способствует незначительное
осмотическое давление, свойственное гемолимфе пресноводных моллюсков;
между внешней и внутренней средой имеется лишь незначительный гра-
диент. У беззубки, например, криоскопическая точка крови равна всего
0.115°, а у голодающих экземпляров она уменьшается до 0.070°. (Ga-
lugareanu, 1914—1915).
Применение фистульных перловиц для ток-
сикологических целей. Моллюски, оперированные по выше-
БИОЛОГИЧЕСКИЕ ТЕСТЫ ПРИ ИЗУЧЕНИИ ВОДОЕМОВ
25
описанному способу, заметно реагируют на механические раздражения
(прикосновение к раковине, перемещение раковины из одного сосуда в дру-
гой и т. д.). Это выражается в резком ускорении пульсации сердца (иногда
на 100%), после чего ритм сердцебиения очень медленно, в течение 1% —
2 часов, приходит к норме. Это обстоятельство необходимо постоянно
иметь в виду и предохранять фистульных моллюсков от толчков и других
механических раздражений.
Оперированная перловица помещается в стеклянную банку с 300 мл
водопроводной воды. Опыт начинается через сутки после операции, т. е.
когда ритм сердцебиения вполне установится. Производится определение
ритма пульсации сердца (по систоле желудочка), затем к воде добавляется
раствор исследуемого вещества
и через 20 мин. снова определя-
ют ритм сердцебиения, после че-
го добавляется новая порция
реагента, и т. д.
Фиг. 15. Окно в раковине перлови- Фиг. 16. Пульсация сердца (Р) речной
цы для наблюдения за пульсацией перловицы в растворе фенола (10 мг/л).
сердца (схема).
Одной из особенностей двустворчатых моллюсков является их способ-
ность до некоторой степени регулировать поступление ядовитых веществ
в организм. Как только концентрация яда (например, фенола) становится
чувствительной для моллюска, он захлопывает раковину и, по-видимому,
ограничивает приток воды через входной сифон. Возможно, что респира-
торная циркуляция воды на некоторое время совершенно прекращается.
Способность многих моллюсков на известное время наглухо изолироваться
от внешней среды, содержащей ядовитые вещества, значительно умень-
шает чувствительность моллюсков к загрязнению воды.
Перловица отличается медленным темпом пульсирования сердца
(6—13 ударов в минуту при температуре 12—15°) по сравнению
с сердцебиением рыб. По-видимому, это находится в связи с общим
низким уровнем обмена у моллюсков. Темп пульсации в короткие про-
межутки времени (30 мин.) при общих неизменных условиях мало меняется,
зато в более длительный период колебания весьма значительны (фиг. 16).
, Пульсация сердца горошинки (Pisidium sp.).
Для опытов необходимо подбирать экземпляры Pisidium с длиной тела
около 3 мм, так как у них раковина довольно прозрачна; положив мол-
люска в часовое стекло с водой, легко следить за пульсацией сердца
с помощью препаровальной лупы или слабого увеличения микроскопа.
Техника применения этого теста сводится к следующему простому
приему.
Серия растворов исследуемого вещества различной концентрации раз-
ливается в небольшие стаканчики или бюксочки по 10 мл. В каждый
26
Е. А. ВЕСЕЛОВ
стаканчик помещается по 5—10 экземпляров Pisidium, и через определен-
ные промежутки времени подсчитывается, с помощью штативной лупы и
секундомера, темп пульсации сердца.
Пульсация сердца дафний
Сердце дафний неоднократно использовалось различными исследова-
телями как индикатор для изучения влияния внешних факторов, в том
числе различных веществ, на интенсивность
Фиг. 17. Микрокамера для опытов с дафниями и ме-
ланофорами изолированной чешуи рыб.
1 — выемка для объекта; 2 — трубка для притока испытуе-
мого раствора и воды; 3 — трубка для стока жидкости;
4 — стеклянный тройник; 5 — склянки для воды и испы-
туемого раствора.
жизненных процессов. По
общему убеждению, у даф-
ний существует паралле-
лизм между частотой серд-
цебиения и уровнем обмена
веществ (Винберг, 1933).
В качестве тест-объекта
лучше использовать круп-
ные формы, например, Da-
phnia magna или D. pulex.
Простейший способ со-
стоит в том, что дафния,
помещенная в каплю во-
ды на предметном стекле,
осторожно накрывается
покровным стеклом с во-
сковыми ножками. Вода
через каждые 3—4 мин. заменяется свежей; наклонив препарат, можно
налить немного воды из пипетки прямо под покровное стекло. Таким же
путем чистая вода (без загрязни-
теля) заменяется раствором иссле-
дуемого вещества.
Более совершенный способ со-
стоит в применении микрокамеры.
Ее можно заказать стеклодуву или
смонтировать самому из кусков
стекла и двух тонких стеклянных
трубочек диаметром 2—2% мм. Все
части конструкции можно склеить
менделеевской замазкой (фиг. 17).
Камера помещается на предмет-
ный столик микроскопа, под слабое
увеличение. Одну из трубок следу-
ет соединить со стеклянным тройни-
ком питающей системы. Последняя
состоит из двух небольших склянок
с тубулусом (по 100—150 мл). Одна из
них наполнена чистой водопроводной
С(6мг/л)
Фиг. 18. Пульсация сердца дафний (Р)
в растворах фенола (С).
водой, другая исследуемым раствором. Несколько экземпляров дафний
(4—5 шт.) нужно осторожно приклеить (желатином или гуммиараби-
ком) спинной стороной к большому покровному стеклу, которым накрывает-
ся выемка камеры, слегка смазанная вазелином. В течение 20 мин. через
камеру осторожно пропускается чистая вода. После нескольких определе-
ний ритма работы сердца вода выключается; камеру промывают током
раствора исследуемого вещества. Опыт надо начинать со слабых концен-
БИОЛОГИЧЕСКИЕ ТЕСТЫ ПРИ ИЗУЧЕНИИ ВОДОЕМОВ
27
траций. Через 20 мин. снова производится определение ритма пульсации
сердца, затем камера промывается раствором более высокой концентра-
ции, и через 20 мин. производится третье определение, и т. д. Постепенно
повышая концентрацию, можно дойти до летальной дозы (фиг. 18).
Скорость тока жидкости регулируется по числу капель, вытекающих
из выходной трубки камеры (4—6 капель в минуту вполпе достаточно).
Дафнии довольно быстро реагируют на изменение концентрации рас-
твора. Если исследуемые вещества так или иначе влияют на сердечный
ритм, то уже через 5—10 мин. устанавливается новый темп пульсации
сердца, характеризующий их действие. Поэтому условный 20-минутный
срок воздействия вполне достаточен.
Сердце дафнии обычно пульсирует с такой быстротой, что подсчет
очень затруднителен и требует предварительной тренировки эксперимента-
тора. Рекомендуется применять следующий прием. Левой рукой пускается
в ход секундомер, а правой на листке бумаги выстукиваются точки в такт
пульсации сердца дафнии, рассматриваемой при малом увеличении ми-
кроскопа (предварительно в начале опыта камера укрепляется на столике
микроскопа). В какой-то произвольный момент (приблизительно через
% мин.) одновременно выключается секундомер и приостанавливается
выбивание точек. Каждое определение повторяется четыре раза. Таким
путем достигается большая точность определений.
Ритм пульсации сердца дафний у одних и тех же экземпляров сравни-
тельно устойчив, однако индивидуальные отклонения довольно значи-
тельны.
ТКАНЕВЫЕ И КЛЕТОЧНЫЕ РЕАКЦИИ
Помимо реакции целого организма и отдельных его органов, можно
использовать в качестве тестов для оценки токсических свойств загрязни-
телей различные тканевые и клеточные реакции.
Изменения степени гидратации мышечной
ткани рыб
Изменение содержания воды в кусочках живой мышцы рыб, погружен-
ной в раствор исследуемого вещества, может служить в некоторых слу-
чаях для дополнительной характеристики ядовитых свойств этого веще-
ства.
Этот тест имеет условное значение в ряду других тестов. Нет никакой
возможности учесть и оценить все изменения, происходящие в куске
мышцы, после того как он вырезан из тела рыбы. Прекращается снабже-
ние мышцы кровью, весь обмен веществ в этой полуразрушенной системе
нарушается; нарастают изменения количества гликогена и молочной
кислоты, изменяется pH. Большое значение имеет степень утомления
мышечной ткани до опыта. Эти обстоятельства сами по себе влияют на
процессы отбухания и набухания ткани. Вот почему этот метод не имеет
самостоятельного значения и может применяься лишь для дополнительной
характеристики загрязнителя.
Методика. Для опытов вырезаются кусочки мышечной ткани
рыбы (например, окуня) из слоя скелетных мышц, расположенных по бокам
позвоночника.
У живой рыбы отрезается голова. Кожа удаляется с туловища с по-
мощью препаровальных ножниц, скальпеля и пинцета. Вырезаются две
28
Е. А. ВЕСЕЛОВ
полоски скелетной мускулатуры по бокам позвоночника и разрезаются
на небольшие куски, весом по 100—150 мг.
Кусочки мышцы взвешиваются на аналитических, а еще лучше —
на торзионных весах, с точностью до 0.5 мг и погружаются в растворы
исследуемого вещества различной концентрации, налитые в стаканчики
или бюксы (по 20 мл раствора в каждой бюксе). Через каждые 20—30 мин.
снова определяется вес кусочков. Перед взвешиванием кусочки необходимо
Фиг. 19. Набухание мышечной ткани
в растворах фенола (температура 20°С).
1 — контроль; 2 — 100 мг/л; 3 — 200 мг/л;
i — 300 мг/л фенола.
осторожно обсушивать фильтроваль-
ной бумажкой. В качестве контроля
служат такие же кусочки мышц,
погруженные в водопроводную воду
(не дистиллированную!) или в рас-
твор Рингера.
В дистиллированной воде в пер-
вые 6 часов наблюдается увеличение
веса мышцы, в следующие 4 часа вес
уменьшается до исходной величины
и остается неизменным в течение бли-
жайших 10—15 часов. В растворе
Рингера общий характер гидратацион-
ной кривой тот же, что и при дей-
ствии дистиллированной воды, одна-
ко первая фаза (набухание) заканчи-
вается в течение 2 часов. Фаза отбу-
хания выражена значительно силь-
нее; объем мышцы в течение 10 часов
снижается до 80 % исходной величины.
Вполне достаточной характери-
стикой может служить первая фаза
изменения степени гидратации мыш-
цы, поэтому продолжительность
опытов можно ограничить до 5 часов. Сравнение результатов опыта
с контролем показывает, в какой степени исследуемое вещество усиливает
или подавляет процессы набухания и отбухания мышечной ткани (фиг. 19).
Реакция^пигментных клеток рыб
Жабры и кожа рыбы являются теми органами, которые в первую
очередь сталкиваются с изменением химического состава и физико-хими-
ческих свойств воды в результате загрязнения водоема. Возникает вопрос,
как реагируют на эти изменения пигментные клетки в коже рыбы и нельзя
ли их использовать в качестве индикатора, характеризующего присут-
ствие в воде ядовитых веществ.
Из всех типов пигментных клеток (меланофоры, эритрофоры, ксанто-
форы и иридиоциты) для этой цели пригодны только меланофоры (мелано-
циты).
Размеры и форма пигментного пятна меланоцита могут изменяться
в несколько минут под влиянием различных разражителей. Меланоциты
оказались аппаратом довольно чувствительным к различным внешним
воздействиям и в то же время объектом, удобным для наблюдения. В со-
стоянии полного сжатия (контракции) скопление пигментных зерен имеет
вид округлого черного комка, при расширении (экспансии) приобретает
звездовидную форму.
БИОЛОГИЧЕСКИЕ ТЕСТЫ ПРИ ИЗУЧЕНИИ ВОДОЕМОВ
29
Для опытов можно использовать свежеизолированную чешую рыб
или кусочек хвостового плавника небольших экземпляров рыб. Чешуя
берется в середине туловища, над боковой линией. Для этой цели могут
быть использованы рыбы различных видов, необходимо лишь в каждом
случае провести предварительные опыты для выяснения пригодности
данного вида рыб, что зависит от размеров меланофоров, густоты их
расположения и т. п.
Исследуемые растворы разливаются в пронумерованные часовые стекла.
В каждое из них помещается по нескольку чешуек (или кусочков плав-
ника) . Наблюдение за изменением меланофоров производится или непосред-
ственно в часовом стекле, под малым увеличением микроскопа, или на
Фиг. 20. Применение предметного стекла с вы-
емкой для изучения реакции пигментных кле-
ток чешуи рыб на действие различных рас-
творов.
1 — предметное стекло; 2 — покровное стекло; 3 —
пипетка для смены раствора; 4 — чешуя, прикреп-
ленная к покровному стеклу; & — вода или исследуе-
мый раствор.
предметном стекле, куда пере-
носятся чешуйки в каплю той
же жидкости (взятой из часо-
вого стекла) — под большим уве-
личением.
В тех случаях, когда необхо-
димо проследить изменение фор-
мы одной и той же меланофор-
ной клетки, чешуя или кусок
плавника приклеивается к по-
кровному стеклу с восковыми
ножками, которым накрывается
капля воды или соответствующе-
го раствора на предметном стек-
ле. Удобно вместо обычного
предметного стекла использо-
вать предметное стекло с выем-
кой для висячей капли, тогда надобность в восковых ножках отпадает. По-
кровное стекло с приклеенной чешуей кладется на предметное стекло таким
образом, чтобы в лунку можно было вставить тонкий конец пипетки для
смены раствора (фиг. 20). Для более тонких опытов можно применять
описанную выше микрокамеру (фиг. 17).
В случае длительного наблюдения пигментных клеток в одной и той же
жидкости (в воде или в том или ином растворе) необходимо сменять жид-
кость под покровным стеклом не реже чем через каждые 10 мин., чтобы
не создавать дефицита в кислороде, который может повлиять на степень
экспансии и контракции пигментных клеток.
Для количественной характеристики реакции меланоцитов на те или
иные раздражители можно измерять площадь, занимаемую пигментным
пятном, и его периметр. Для этого контуры пигментной клетки (точнее —
ее пигментного пятна, образованного гранулами меланина) зарисовы-
ваются с помощью рисовального аппарата. Периметр пигментного
пятна измеряется по рисунку курвиметром. Для ускорения расчетов по
перечислению показаний курвиметра, выражающих длину периметра
меланофоров на рисунке в сантиметрах, в микроны, соответственно дей-
ствительному периметру меланофоров, удобнее всего пользоваться номо-
граммой. Ее легко составить для любого увеличения микроскопа, пред-
варительно определив линейное увеличение, получаемое на рисунке.
j, Определение площади пигментного пятна меланофорных клеток про-
изводится следующим образом. С рисунка клетки, выполненного с по-
мощью рисовального аппарата, изготовляется копия на папиросной бу-
маге. Рисунок вырезается по контуру ножницами и взвешивается на
30
Е. А. ВЕСЕЛОВ
Фиг. 21. Меланофорные клетки спин-
ного плавника окуня.
1,2 — в состоянии экспансии (после 42-
часового действия раствором Рингера); 3—
6 — в состоянии контракции (после 1и-ми-
нутного действия водопроводной водой).
торзионных или аналитических весах с точностью до 0.5 мг. Из этого же
листка бумаги нужно вырезать и взвесить прямоугольник 20x50 мм
(имеющий площадь 10.0 кв. см). На основании результатов взвешивания
легко вычислить площадь пигментного пятна меланоцита в микронах.
Для упрощения вычислений целесообразно вычертить номограмму, на
которой площадь меланоцита в квадратных микронах можно сразу же
найти по площади рисунка, выраженной в квадратных сантимет-
рах.
Рассматривая под микроскопом чешую рыбы, только что извлеченную
из кожи, можно наблюдать различные стадии экспансии и контракции
меланофоров. Периметр пигментного
пятна тех клеток, которые находятся
в состоянии сильной экспансии, может
более чем в 10 раз, а площадь — более
чем в 4 раза превышать соответствую-
щие параметры тех меланофоров, кото-
рые в этот момент находятся в состоя-
нии контракции (фиг. 21). Разнообраз-
ные исходные состояния пигментных
клеток следует учитывать при опытах;
Помимо наблюдения за общим состоя-
нием всех меланофоров в чешуйках,
надо обращать внимание на поведение
тех меланофоров, которые в исходный
момент, т. е. до начала действия на них
исследуемого раздражителя, находятся
в крайних состояниях: в состоянии
сильной экспансии и сильной контрак-
ции.
В качестве основной среды для опы-
тов с меланофорами, на которой произ-
водится приготовление растворов ис-
следуемого загрязнителя, следует при-
менять раствор Рингера, а при крат-
ковременных опытах (до 1 часа) —
водопроводную воду. Более длительное
выдерживание чешуи в водопроводной
воде вызывает контракцию пигмента
и разрушение меланоцитов. Дистиллированная вода обладает еще более
разрушительной силой; уже через 15—20 мин. она вызывает контракцию
пигмента и повреждение меланоцитов.
Для массовых наблюдений меланоцитов неоднородность картины
(разная степень экспансии отдельных клеток) является помехой. Чтобы
избежать этого, рекомендуется выдерживать чешую перед опытом в тече-
ние 30 мин. в рингеррвском растворе. Этим достигается равномерная
экспансия всех меланоцитов и, так сказать, их «сенсибилизация». На дей-
ствие физиологически эквилибрированных растворов пигментные клетки
реагируют весьма энергично. Раствор Рингера вызывает в течение не-
скольких минут интенсивную экспансию всех меланофорных клеток.
Пигментное пятно меланоцита достигает максимального размера и приоб-
ретает множество тонких разветвленных отростков.
После такой предварительной «сенсибилизации» меланофоров чешуя
помещается в часовые стекла (или другие подходящие сосуды) с серией
32
Е. А. ВЕСЕЛОВ
Фиг. 24. Действие растворов фенола на пиг-
ментные клетки чешуи карася.
Рт —периметр пигментного пятна (в ц); S — площадь
пигментного пятна (в ц2); С — концентрация фенола.
растворов исследуемого вещества, приготовленных как на водопроводной
воде, так и на растворе Рипгера.
В тех случаях, когда нет возможности производить измерения пери-
метра и площади пигментного пятна, можно ограничиться словесной
характеристикой состояния пигментной клетки, используя систему
условных оценок.
Вот примерная система обозначений.
Первая стадия. Полная контракция. Пигментное пятно имеет
более или менее шаровидную форму, без отростков (фиг. 22).
Вторая стадия. Начало экспансии. Появление многочислен-
ных коротких толстых отростков пигментного пятна, еще не имеющих
разветвлений. Отростки имеют-
ся большей частью только с
какой-нибудь одной стороны
пигментного пятна.
Третья стадия. Сред-
няя степень экспансии. Корот-
кие и толстые отростки появи-
лись со всех сторон пигментного
пятна и начали ветвиться.
Четвертая стадия.
Полная экспансия. Имеются
многочисленные длинные и тон-
кие ветвистые отростки пиг-
ментного пятна, однако основ-
ная масса зерен меланина
находится в центральном диске
пятна, занимающем большую
площадь, чем отростки.
Пятая стадия. Мак-
симальная экспансия. Цент-
незначительные размеры; поч-
и тонкие ветвистые отростки.
ральный диск пигментного пятна имеет
ти весь пигмент перешел в длинные
Шест ая стадия. Обратная контракция. Эту стадию можно
наблюдать после стадии полной или максимальной экспансии. Пигмент-
ные включения устремляются от периферии к центру, в результате ди-
стальные концы отростков оказываются более толстыми, чем проксималь-
ные.
Меланоциты очень чувствительны к действию некоторых повреждаю-
щих агентов. В отдельных случаях (фенол) по степени контракции или
экспансии меланина в меланоцитах можно судить о концентрации загряз-
нителя в воде (фиг. 23 и 24).
Гемолиз
Явление гемолиза заключается в том, что гемоглобин выходит через
растянутую или поврежденную оболочку эритроцита в плазму крови,
в результате чего образуется прозрачная, окрашенная в красный цвет
«лаковая кровь». '
Причины гемолиза различны. Осмотический гемолиз вызывается ги-
потоническими растворами или веществами, способными проникать
внутрь эритроцитов и вызывать там высокое осмотическое давление (ам-
миак, мочевина, глюкоза и т. п.). Другой тип гемолиза связан непосред-
БИОЛОГИЧЕСКИЕ ТЕСТЫ ПРИ ИЗУЧЕНИИ ВОДОЕМОВ
33
ственно с разрушением стромы эритроцита (строматолиз), которое могут
вызывать некоторые вещества (эфир, хлороформ, сапонин, бактерийные
токсины и т. д.). Минимальная концентрация гемолизирующего вещества,
способная вызвать гемолиз, зависит не только от осмотических или гемо-
лизирующих свойств вещества, но также и от резистентности самих эри-
троцитов, которая колеблется у разных видов рыб и зависит от физиологи-
ческого состояния организма.
Для изучения гемолитических свойств загрязнителей можно применять
кровь любых рыб, однако, выбрав тот или иной вид рыбы, необходимо все
дальнейшие работы проводить на нем, чтобы иметь сравнимые резуль-
таты.
У крупных рыб кровь можно брать из жаберных сосудов с помощью
стеклянной канюли (см. главы 46, 49). Получение достаточного количе-
ства крови у мелких рыб (с длиной тела 10—20 см) обычным способом до-
вольно затруднительно. В таких случаях можно рекомендовать при-
менение следующего приема. У живой рыбы делается ножницами глубо-
кий надрез непосредственно позади жаберных крышек таким образом,
чтобы перерезать сердце и все крупные кровеносные сосуды. Затем необхо-
димо тотчас же погрузить переднюю часть тела рыбы (с надрезом) в раствор
Рингера, предварительно налитый в небольшой стеклянный стаканчик
(15—20 мл раствора, в зависимости от величины рыбы). Придерживая рыбу
за хвостовой стебель, необходимо встряхнуть ее несколько раз, чтобы
хорошенько прополоскать рану раствором. В рингеровскую жидкость
при этом переходит значительное количество крови, достаточное для
2—3 определений.
Если кровь берется из жаберных сосудов с помощью канюли, то ее
тоже необходимо смешать с рингеровским раствором (примерно 2 мл крови
на 8 мл раствора Рингера; смешивание производится при энергичном
взбалтывании).
Определение минимальной концентрации исследуемого вещества
(загрязнителя), вызывающей гемолиз, производится следующим обра-
зом.
Для каждого опыта надо подготовить по 10 прокалиброванных про-
бирок одинакового диаметра. В каждую пробирку наливается по 10 мл
раствора исследуемого вещества. Растворы приготавливаются на ринге-
ровском растворе с таким расчетом, чтобы концентрация солей, входящих
в состав рингеровской жидкости, была одинаковой во всех пробирках,
а концентрация исследуемого вещества повышалась от пробирки к про-
бирке. В пробирке № 1 находится чистый рингеровский раствор (контроль),
в пробирках №№ 2—10 — серия растворов исследуемого вещества; его
концентрация в разных пробирках должна соответствовать отношению:
0.1 : 0.2 : 0.3 и т. д. В пробирке № 11 раствор будет в 10 раз концентри-
рованнее, чем в пробирке № 2.
В каждую пробирку добавляют по 0.5 мл заготовленной как сказано
выше взвеси эритроцитов и оставляют пробирки стоять спокойно в течение
60 мин. Рассматривая их по истечении этого срока на свет, легко устано-
вить, произошел ли гемолиз и в каких пробирках, и определить, какая
минимальная концентрация загрязнителя необходима, для того чтобы вы-
звать это явление.
Если гемолиз произошел во всех пробирках, кроме контрольной, опыт
повторяется с более слабыми растворами загрязнителя. Если, наоборот,
гемолиз не наблюдается ни в одной пробирке, опыт повторяется с более
концентрированными растворами.
3 Жизнь пресных вод, т. IV, ч.
34
Е. А. ВЕСЕЛОВ
Работа мерцательного эпителия
Мерцательный эпителий является удобным объектом для изучения
токсических свойств различных ядов, так как имеется ясный критерий
для сравнения — момент полной остановки мерцательной работы рес-
ничек.
Хорошим объектом может служить жаберный эпителий крупных дву-
створчатых моллюсков, например речной перловицы.
Методика исследования отличается исключительной простотой.
Открыв раковину моллюска, необходимо отрезать от каждой из его
4 жабр по длинной полоске (во всю длину свободного края жабры) ши-
риной около 0.5 см. Каждая полоска разрезается на небольшие кусочки
длиной по 5—6 мм таким образом, чтобы в каждом кусочке сохранился
участок неповрежденного нижнего края жабры.
Кусочки жабры помещаются в часовые стекла с растворами исследуе-
мых веществ (по 2—3 кусочка в каждое часовое стекло). Наблюдение
производится при малом увеличении микроскопа. Мерцание ресничек
легче всего заметить, если рассматривать неповрежденный край жабры.
Для этого необходимо ослабить освещение поля зрения, диафрагмировав
осветитель.
Эпителий кусочков жабр в течение нескольких часов сохраняет способ-
ность к мерцательному движению. Растворы исследуемых веществ можно
готовить как на разбавленном растворе Рингера (х/10—1li часть нормаль-
ного рингеровского раствора), так и на водопроводной воде.
Наиболее показательной характеристикой, получаемой путем приме-
нения этого теста, является минимальная концентрация исследуемого
загрязнителя, вызывающая полную остановку работы мерцательного
эпителия при воздействии на жабры в течение определенного условного
срока. Удобнее всего установить 60-минутный срок.
ОЦЕНКА ЯДОВИТЫХ СВОЙСТВ СТОЧНЫХ ВОД И ИХ СОСТАВНЫХ
ЧАСТЕЙ ПО РЕЗУЛЬТАТАМ ИССЛЕДОВАНИЯ МЕТОДОМ ТЕСТОВ
Попытаемся дать сравнительную оценку различных тестов и выяс-
нить, какое место занимает тот или иной тест в биологической характери-
стике ядовитых свойств сточных вод и их компонентов.
Тесты неравноценны по своему значению. В этом отношении их можно
разбить на четыре группы:
1) изменение обмена веществ водных организмов под влиянием загряз-
нителей (изменения газообмена, дыхательного ритма, темпа прироста
живого веса, пульсация сердца беспозвоночных животных и фистульных
рыб);
2) понижение выживаемости водных организмов в растворах сточной
воды или отдельных ее составных частей;
3) симптомы отравления водных организмов;
4) ответная реакция изолированных органов, тканей и клеток на дей-
ствие сточной воды и ее компонентов (изолированное сердце, меланофор-
ные клетки, эритроциты, мерцательный эпителий, мышечная ткань
и т. д.).
Первые две группы тестов (изменение обмена и понижение выживае-
мости) дают основание для установления несомненно недопустимых кон-
центраций. Третья и четвертая группы тестов дают материал для характе-
БИОЛОГИЧЕСКИЕ ТЕСТЫ ПРИ ИЗУЧЕНИИ ВОДОЕМОВ
ЗВ
ристики некоторых особенностей токсического действия исследуемых
веществ на водные организмы. Подобный материал будет иметь особенно
большое значение, когда накопится в достаточном количестве для сточных
вод различного типа, что позволит классифицировать стоки по их токси-
ческим свойствам и физиологическому действию на гидробионтов.
Представление о самой низкой величине недопустимой концентрации
загрязнителя дает изучение нарушений газообмена и темпа прироста жи-
вого веса.
Наиболее тонкой реакцией на вредное действие сточных вод и их ком-
понентов является изменение темпа прироста живого веса рыб.
Вторым по чувствительности тестом является изменение газообмена.
На третьем месте по чувствительности стоят непосредственные наблю-
дения над выживаемостью рыб и беспозвоночных в растворах загрязни-
телей при длительных опытах (10—30 суток).
Такие тесты, как фистульный карась (дыхательный ритм и пульсация
сердца), сердце дафнии и изолированное сердце рыбы, занимают по чув-
ствительности к действию загрязнителей примерно четвертое место.
К последней группе тестов относятся такие тесты, как симптомы от-
равления, изменение степени гидратации мышечной ткани, реакция ме-
ланоцитов и мерцательного эпителия. Показатели этих тестов не дают,
прямых указаний о предельно допустимых концентрациях, зато служат
дополнительным материалом для характеристики физиологического дей-
ствия и токсических свойств загрязнителей. Это дает в руки ряд косвен-
ных соображений для оценки токсической силы загрязнителей.
Способность сточной воды или того или иного загрязнителя гемолизи-
ровать кровь рыб тоже является важным показателем.
Хорошим тестом, по которому можно определить, к какой группе
относится загрязнитель, является реакция мерцательного эпителия дву-
створчатых моллюсков.
На основании данных, полученных методом тестов, все загрязнители;:
обладающие ядовитыми свойствами, можно разделить по их физиологи-
ческому действию на 2 группы: 1) вещества замедленного токсического
действия и 2) вещества быстрого токсического действия.
Оба типа загрязнителей характеризуются не только разными симпто-
мами отравления, которое они вызывают у рыб, и разными кривыми5
уменьшения выживаемости рыб по мере повышения концентрации веще-
ства, но и рядом другйх признаков. Например, прекращение работы:
ресничного эпителия перловицы (в течение 60-минутного опыта) большей
частью не наблюдается в концентрированных растворах веществ первой
группы. Вещества, гемолизирующие кровь рыб, относятся большей
частью ко второй группе загрязнителей.
Для расширения и уточнения наших представлений о типах загрязните-:
лей в зависимости от физиологического действия на водные организмы,
весьма необходимо дальнейшее накопление фактического материала.’
ЗАКЛЮЧЕНИЕ
1. Метод биологических тестов дает токсикологическую характеристику'
сточных вод и их составных частей и позволяет определить минимялт.-
ные недопустимые концентрации вредных загрязнителей- .
2. На основании этой характеристики, учитывая гидрологические,
биологические и рыбохозяйственные особенности водоема, можно устано-
вить необходимую степень очистки промышленных сточных вод, и допу-
стимой Нагрузки ими естественных водоемов. .
3*
36
Е. А. ВЕСЕЛОВ
ЛИТЕРАТУРА
Арнольд И. Н. О влиянии нефти на рыб. Изв. СПб. биолог, лаборат., 1, 1897.
Б а з а р о в а Е. В. и Н. С. П р а в д и н. Кардиоэргометрия как метод опреде-
ления сравнительной токсичности ядов. Тр. Всесоюзн. центр, инет, оздоровления и
организации труда, 33, 1933.
Брюхатова А. Л. Влияние активной кислотности на прибавление веса
карася и карпа в воде с малым содержанием солей Са и других электролитов. Уч. зап.
Моск. гос. унив., 9, биолог., 1937.
Брюхатова А. Л. Влияние повышенной солености на рост карпа годовика
(в аквариальных условиях). Уч. зап. Моск. гос. унив., 33, гидробиолог., 1939.
Веселов Е. А. Влияние солености на газообмен рыб. Зоолог, журн., 25, 1,
1949.
Веселов Е. А. Определение допустимой нагрузки промышленных стоков
на рыбохозяйственные водоемы. Автореф. докт. дисс. Петрозаводск, 1950.
Винберг Г. Г. О некоторых особенностях действия ионов на биологические
объекты. Биолог, журн., 2, 6, 1933.
Г р и м м О. А. К вопросу об охранении и размножении рыбы. Тр. Импер.
вольн. экономии, общ., 1877.
Г р и м м О. А. и И. Н. А р н о л ь д. Влияние смолы и каменноугольного
дегтя на рыб. Из Никольск, рыбовод, завода, 4, 1901.
Долгов Г. И. и Я. Я. Никитинский. Гидробиологические методы
исследования. Станд. методы иссл. питьевых и сточных вод, 1927.
Жадин В. И. и А. Г. Р о д и н а. Биологические основы водоснабжения
и очистки сточных вод. Жизнь пресных вод СССР, III, Изд. АН СССР, 1950.
Калашников Г. Н. Состав крови рыб. Уч. зап. Моск. гос. унив., 33, гидро-
биолог., 1939.
Коштоянц X. С. Основы сравнительной физиологии. М.—Л., 1940.
Кравков Н. И. О влиянии ядов на газообмен у животных. Русск. врач, 19,
1903.
Кравков Н. П. Основы токсикологии. ОГИЗ, 1933.
КупцисИ. Д. Дальнейшие исследования относительно вредных свойств нефти
и ее продуктов для рыб и животных. Вести, рыбпром., 16, 5, 6, 1901.
Минкина А. Л. К вопросу о действии железа и алюминия на рыб. Тр. Моск,
зоопарка, 3, 1946.
Мосевич Н. А., Н. В. Г у с е в а, М. Г. Д р а г у л и н и В. С. Куш-
нарева. Сточные воды нефтеперерабатывающих заводов, их влияние па водные
организмы и нормирование их сброса. Изв. Всесоюзн. инет, озерн. и речи. рыбн.
хоз., XXXI, 1952.
Мудрецова-Висс К. Влияние угольной кислоты, сероводорода, метана
и отсутствия кислорода на водные организмы. Госстройиздат, 1933.
Несмеянов С. А. и С. Н. Черкинский. Методические указания
к определению условий спуска производственных сточных вод в водоемы. Сб. «Произ-
водственные сточные воды», Медгиз, 1948.
Никитинский Я. Я. Stigeoclonium tenue Kg. Морфология, физиология
и экология водорослей в чистой культуре. Тр. Инет, сооружений, 4, 1930.
Никитинский Я. Я. Некоторые итоги в области санитарно-технической
гидробиологии. Микробиолог., VII, 1, 1938.
Никитинский Я. Я. и В. И. Долгов. Отчет микробиологической лабо-
ратории. Отчет Временного комитета по изысканию мер к охране водоемов Москов-
ского промышленного района от загрязнения сточными водами и отбросами фабрик
и заводов за 1912 г. М., 1913.
Новикова Т. В. Влияние pH среды на дыхание карпа и окуня. Учен. зап.
Моск. гос. унив., 33, гидробиолог., 1939.
ПажитковА. Т. К вопросу о влиянии «фенольных» сточных вод на рыб. Уч.
зап. Моск. гос. унив., 9, биолог., 1937.
Поляков Ю. Д. Суточный ритм поглощения кислорода мальками линя. Бюлл.
Моск. общ. испыт. прир., отд. биолог., 1940.
Правдин Н. С. Определение сравнительной токсичности бензина, уайтспирта
и метилацетона по их влиянию на работоспособность мышцы лягушки. Тр. Всесоюзн.
центр, инет, оздоровления и организации труда, 33, 1933.
Правдин Н. С. Методика малой токсикологии промышленных ядов. Медгиз,
1947.
Пучков Н. В. Физиология рыб. Пищепромиздат, 1941.
Ситников В. С. Изучение влияния сточных производственных вод, содержа-
щих фенол, на рыб. Рыбн. хоз. СССР, 7, 1932а.
БИОЛОГИЧЕСКИЕ ТЕСТЫ ПРИ ИЗУЧЕНИИ ВОДОЕМОВ
37
СитниковВ. С. Итоги опытов по пропитыванию тела рыб производственными
сточными водами. Рыбн. хоз. СССР, 10, 19326.
Скадовский С. Н. Некоторые вопросы современной гидрофизиологии.
Уч. зап. Моск. гос. унив., 5, 1936.
Скадовский С. Н. Вопросы физиологии приспособляемости водных орга-
низмов с точки зрепия проблемы продуктивности. Зоолог, жури., 16, 1, 1937.
С к а д о в с к и й С. II. Об изменении физиологических процессов водных живот-
ных в зависимости от условий неорганической среды. Уч. зап. Моск. гос. унив., 33,
1939.
Стритер Г. В., Г. М а р, Э. Д. Т е р ь о и др. Вопросы загрязнения и само-
очищения водоемов. Сб. статей в переводах. Ред. Н. С. Строганов. ГЦНИИКСГИ, 1937.
Строганов Н. С. Токсикология водных животных в связи с действием сточ-
ных промышленных вод на водоем. Зоолог, жури., 19, 4, 1940.
Строганов Н. С. Новые пути решения проблемы действия сточных про-
мышленных вод на водные организмы. Уч. зап. Моск. гос. унив., 60, биолог., 1941.
Строганов Н. С. и А. Т. Пажитков. Экспериментальное исследова-
ние по установлению физиологических границ ядовитого действия иопов меди и ам-
миака на рыб и некоторых беспозвоночных. Уч. зап. Моск. гос. унив., 60, биолог.,
ТаусонА. О. Ядовитое действие отдельных компонентов сточных вод на рыб
и некоторых беспозвоночных. Уч. зап. Молотовск. гос. улив., 6, 1, 1947а.
ТаусонА. О. Влияние некоторых компонентов сточных вод на дыхание рыб.
Уч. зап. Молотовск. гос. унив., в, 1, 19476.
X л о п и н Г. В. Азотистые основания бакинской нефти, ее химический состав
и физиологические свойства. Вести, общ. гигиены, судебн. и практ. медицины,
июль, 1900.
X л опин Г. В. Загрязнение проточных вод хозяйственными и фабричными
отбросами и меры к его устранению. Уч. зап. Юрьевск. унив., 2, 1902.
Черкинский С. Н. Санитарные условия спуска сточных вод в водоемы.
Изд. Мин. коммун, хоз. РСФСР, 1947.
Belding D. L. Toxicity experiments with fish in reference to trade waste pol-
lution. Trans. Amer. Fish. Soc., 57, 1927 (1928).
Belding D. L. The respiratory movements of fish as an indicator of toxic envi-
ronment. Trans. Amer. Fish. Soc., 59, 1928.
Czensny R. Phenolhaltige Abwasser und ihre Schadligkeit fur die Fischerei.
Festschr. z. 70 Geburtstage v. K.. Eckstein, 1929.
Ellis M. M. Water purity standards for fresh water fishes. Special Report,
U.S. Bur. Fish., 1935.
E 1 1 i s M. M. The effects of pollution on fish. Proceed. North Amer. Wilde Life
Conference, 1936.
E 1 1 i s M. M. Detection and measurement of stream pollution. Bull. Bur. Fish.,
48, 22, 1937.
GalugareanuD. Resherches chimiques sur le sang de 1’Anodonte. Bull. Sect.
Sci. Acad. Roumaine, 7, 21, 1914—1915.
H u b b s G. I. Sewage treatment and fish life. Sew. Works, 1, 5, 6, 1933.
Powers E. B. The goldfish (Carassius carassius) as a test animal in the study
of toxicity. Ill, Biolog. Monograph, 4, 2, 1917.
S c li a u t G. Fish catastrophes during droughts. J. Amer. Water Works Assoc.,
21, 5, 1939.
Steinmann P. Toxikologie der Fische. Handb. Binnenfischerei Mitteleuropas,
6, 3, 1928.
Глава 45
МЕТОДЫ ИЗУЧЕНИЯ КРОВОСОСУЩИХ НАСЕКОМЫХ, ИМЕЮЩИХ
МЕДИЦИНСКОЕ И ВЕТЕРИНАРНОЕ ЗНАЧЕНИЕ
П. А. ПЕТРИЩЕВА
ВВЕДЕНИЕ
Двукрылые кровососущие насекомые — комары, мошки, мокрецы,
слепни — являются исконными обитателями незаселенных или мало-
заселенных человеком районов. Появление человека в местах распро-
странения этих кровососов омрачается их назойливым нападением. Бес-
покойство, причиняемое этими насекомыми человеку и домашним живот-
ным, нередко возрастает до весьма значительной вредоносности. Неот-
ступно следуя за человеком и окружающими его животными, заселяя
хозяйственную территорию, кровососы почти на весь теплый период
нарушают нормальную жизнь. Они не только прокалывают кожу на от-
крытых участках, вызывая нестерпимый зуд, но некоторые из них (мошки,
мокрецы) во множестве набиваются в нос, в рот, в глаза, уши, затрудняют
дыхание. Нередки случаи, когда мошки закупоривают дыхательные пути
животных, что влечет за собой их смерть.
Многие виды кровососущих насекомых являются переносчиками ряда
инфекционных и инвазионных болезней человека и сельскохозяйствен-
ных животных (японского энцефалита, туляремии, конского энцефало-
миелита, онхоцеркоза домашних животных и др.).
С ростом материального и культурного уровня трудящихся нашей
страны, а также в связи с крупными мероприятиями по освоению новых
земель вопрос о борьбе с гнусом и переносчиками болезней приобретает
сейчас большое практическое значение.
Для научного обоснования профилактических мероприятий не только
необходимо знать фаунистический состав, географическое распростране-
ние отдельных видов гнуса, но также важны знания их биологии и эко-
логии, особенно массовых и докучливых видов.
Настоящая статья ставит своей целью описание методик изучения кро-
вососущих комаров (семейства Gulicidae), мошек (семейства Simuliidae)
и мокрецов (семейство Heleidae). Накопленный личный опыт автора и
источники литературы позволяют это сделать более подробно в отноше-
нии комаров.
КРОВОСОСУЩИЕ КОМАРЫ
В течение всего теплого времени года в природе можно найти различ-
ные фазы метаморфоза комаров. В наиболее южных, субтропических рай-
онах потомство комаров можно находить в деятельном состоянии в воде
МЕТОДЫ ИЗУЧЕНИЯ КРОВОСОСУЩИХ НАСЕКОМЫХ
39
в течение круглого года (Беклемишев 1925, 1944, 1949, 1950; Петрищева,
1934а, 19346, 1936а, 19366, 1936в, 1939, 1946, 1947а, 19476, 1949, 1950,
1954).
Яйца
Сбор яиц
Собрать яйца Anopheles в водоеме несколько труднее, чем яйца Culex
и Theobaldia. Это объясняется тем, что два последних рода откладывают
яйца в склеенном состоянии в виде лодочек, кучек, а самка Anopheles
откладывает их в разброс поодиночке. Для сбора яиц в первую очередь
необходимо выбрать водоемы с массовым выплодом того или другого вида.
Лучшими местами для сбора яиц Anopheles, Culex и Theobaldia явля-
ются мелководные, хорошо прогреваемые водоемы с плавающей расти-
тельностью или мелким мусором из сухих растительных остатков, на ко-
торые охотно садится яйцекладущая самка. Особенно много яиц откла-
дывается в прибрежной полосе водоема, где свисают в воду стебли и
листья наземных растений, служащие удобными «плотами» для посадки
отяжелевших от яиц самок. В этих местах всегда в достаточном количе-
стве встречаются тихие заводи, лишенные волнобоя даже в условиях вет-
реной погоды. Для сбора яиц такие места необходимо просматривать
чаще, особенно рано по утрам, когда с достоверностью можно найти
яйца, отложенные в течение только что прошедшей ночи, если во время
поздневечернего обхода яйца отсутствовали. В таких местах можно на-
блюдать яйцекладку в светлые часы после захода солнца и рано утром
до восхода солнца.
Яйца Anopheles собираются небольшим плоским сачком, обтянутым
гладкой белой тканью. При этом не только хорошо заметны яйца, но они
значительно быстрее смываются в сосуд с водой, чем с сачка из марли
или другой мягкой и ворсистой ткани. Можно из этой же материи сделать
рукавичку без пальца, которая в виде мешочка одевается на руку. Ею
подхватывают плавающие по воде яйца, которые затем смывают в банку
с водой. Довольно удобно употреблять для сбора яиц небольшие ложечки
из тонкоячеистой металлической или газовой сети, натянутой на тонкий
обруч. Собранные яйца смывают в сосуд с водой. Для изучения морфоло-
гии яйца фиксируют в 70 %-м спирте или в 50 %-м глицерине. Желательно
проследить эмбриональное развитие яйца в различных условиях темпе-
ратуры и влажности. Особенно важно разрешить вопрос о длительности
сохранения яйцами их жизнеспособности также в различных условиях
окружающей среды, особенно для яиц Aedes. Следует отдельно собирать
для этой цели яйца весенних, летних и позднеосенних популяций. При
сборе лодочек и кучек яиц Culex и Theobaldia нужна особая осторожность,
чтобы не нарушать их форму. Сосуд с водой и яйцами ставят на осве-
щенном рассеянными лучами солнца месте, не допуская перегревания
воды, что особенно часто бывает в условиях теплого климата. В сильно
согретой воде обычно наблюдается массовая гибель только что вылупив-
шихся личинок.
В обычных местах яйцекладок можно количественно учесть отложен-
ные яйца на единице площади за единицу времени (например, за сутки,
за вечер, за ночь, в течение утра и т. д. на площади в 1 кв. м водной по-
верхности или влажной почвы). Для этой цели на берегу укрепляют
деревянную раму или ставят таз, ванночку и любую другую плоскую
40
П, А. ПЕТРИЩЕВА
посуду с более или менее широким охватом водной поверхности. Края
посуды должны лишь едва заметно выступать над поверхностью воды.
Точного размера учетный квадрат можно огородить веревкой, поло-
женной на поверхность воды и укрепленной специально вбитыми в дно
4 шестами. Определенную площадь водной поверхности у берега можно
отгородить квадратом из тонких деревянных реек, скрепленных между
собой по углам. Такой плавающий квадрат, как и квадрат из веревки,
уклепляют неподвижно, вбивая в дно 2—4 шеста.
Выделенный таким образом участок воды определенного размера
ничем не должен отличаться от мест обычных яйцекладок. Путем частич-
ного освобождения водной поверхности от плавающей растительности
вокруг выделенного участка можно также сделать последний благопри-
ятным местом для яйцекладок. За местами контрольных яйцекладок не-
обходимо проводить более частые и регулярные наблюдения, особенно
в летнее время, когда развитие зародыша в яйце происходит быстро;
при запоздалом осмотре вместо яиц можно встретить только личинок,
которые довольно быстро покидают отведенный для учета участок. Яйца
Anopheles, Gulex, Theobaldia можно собрать только в теплое время года,
лучше летом, когда бывают наиболее массовые яйцекладки. Наоборот,
яйца Аёйеэ можно собрать в природе в любое время года, включая даже
и зимние месяца.
В районах массового лёта Аёйез срезают лопатой верхний слой почвы
на высоту 5 см; лучше для этой цели избрать пониженные места, неглу-
бокие канавы, где обычно ранней весной образуются временные водоемы,
а в летнее дождливое время растет высокоствольная густая трава, в тени
которой днюют комары. Куски дерна размером 9x12 см или больше
завертывают поодиночке в плотную бумагу и помещают в мешочки из хи-
рургической клеенки с соответствующей этикеткой и перевозят в лабо-
раторию. Этот материал хранят в холодном помещении при естественных
условиях зимы. По мере надобности куски дерна переносят в теплое
помещение и заливают водой. Таким образом можно иметь личинок
Аёйез беспрерывно во все сезоны года. Часто зимующие яйца без охла-
ждения не дают отрождения личинок.
Сухой субстрат из дупел деревьев собирают в мешочки или стеклян-
ные банки, если он несколько влажен, и также сохраняют в прохладном
помещении. Яйца некоторых видов Аёйез сохраняются в жизнеспособ-
ном виде месяцами, а иногда в течение 1—2 лет. При заливке этого суб-
страта водой (лучше дождевой, речной, а зимой — снеговой) можно
долгое время поддерживать культуру дупловых комаров в искусствен-
ных условиях и экспериментировать с ними даже зимой.
В связи с особенностями экологии A. togoi, A. koreicus, A. japonicus
совершенно иначе приходится собирать их яйца. В населенных пунктах
эти виды часто избирают местами своего выплода искусственные резер-
вуары, где откладывают яйца на поверхности внутренних стенок водо-
емов на уровне воды, а в природе — на поверхности каменистых водоемов
или полупогруженных в воду камней и других предметов.
В каменистых водоемах яйца можно периодически соскабливать с над-
лежащей осторожностью каким-либо острым и твердым предметом —
небольшим куском стекла, кухонным ножом, металлической ложкой и
т. д. На камнях долотом выбивают участки с массовыми кладками. В лод-
ках, кадках сбор яиц удается более успешно. Здесь можно применить
любой острый предмет для соскабливания. Как мокрая, так и сухая
поверхность дерева с яйцами удаляется в виде стружки. Большое количе-
МЕТОДЫ ИЗУЧЕНИЯ КРОВОСОСУЩИХ НАСЕКОМЫХ
41
ство яиц с отличной сохранностью можно получить на специальные на-
клейки на внутренних стенках водоема. Полоски прочной шероховатой
бумаги или ткани шириной 10 см наклеивают в водоемах с таким расчетом,
чтобы уровень воды приходился на середине наклейки. Необходимо
следить за испарением воды, всегда доливая ее до определенного уровня.
Наоборот, в дождливую погоду при переполнении искусственных водо-
емов следует отлить излишек воды, чтобы открыть наклейку на половину
ее ширины. Периодически наклейка с отложенными на ней яйцами сни-
мается, свертывается рулончиком и сохраняется в плотно закрытых
стеклянных банках до времени использования. На дно банок предвари-
тельно насыпают слегка увлажненный песок для поддержания постоян-
ной влажности воздуха. Особенно важно делать наклейки для сбора яиц
в середине сентября, когда происходит массовая откладка яиц, идущих
на зимовку. В южных районах Приморья наклейку можно снять в се-
редине октября.
Хорошие результаты дает сбор яиц на подложенный субстрат. Для этой
цели можно использовать камни из более мягкого, легко соскабливающе-
гося материала, поленья с корой, пробковые пластинки, корковые пробки,
деревянные дощечки. Тяжелые предметы размещаются в воде с таким рас-
четом, чтобы они выступали из воды. Периодически яйца соскабливают
с крупных предметов, с поленьев снимают участки коры с яйцами, отдельно
собирают пробковые тонкие пластинки и пробки с отложенными на них
яйцами. Самки Aedes togoi, A. koreicus, реже A. japonicus, A. galloisi
откладывают свои яйца на опавшие в воду (особенно в искусственных
резервуарах) древесные листья, ветви. Учитывая эту способность назван-
ных видов, легко удается собрать нужное количество свежеотложенных
яиц путем разбрасывания по поверхности воды листьев и ветвей с листьями.
Обычно комары откладывают яйца на нижнюю, более шероховатую по-
верхность листьев. Листья собирают через определенные сроки, что позво-
ляет учесть время отложения яиц: разбросав листья утром на рассвете,
можно их собрать в 9—10 часов утра; листья, разбросанные перед зака-
том солнца, можно собрать в полночь, и т. д.
Любой субстрат с яйцами Aedes рыхло укладывается в стеклянные
материальные банки в слегка влажном состоянии и перевозится в таком
виде на любые расстояния. Материал, требующий по ходу работы дол-
гого сохранения, необходимо держать при низкой температуре. Особенно
долго сохраняются яйца позднеосенних кладок, которые в естественных
условиях способны выдерживать продолжительные зимние холода и
летнюю засуху, когда в водоемах не остается воды. Однако важно в плотно
закрытой посуде, где хранятся яйца, поддерживать постоянную влажность
воздуха путем помещения на дно банок слегка увлажненного песка (о чем
сказано выше) или гигроскопической ваты, а также фильтровальной бу-
маги.
Для установления мест яйцекладок A6des и численности яиц на еди-
ницу площади можно использовать метод Фюллеборна, применяемый
в гельминтологии. Определенное количество поверхностного слоя почвы
заливают насыщенным раствором соли, хорошо перемешивают, отстаивают,
и затем поверхностную пленку исследуют под лупой.
Способ накопления яиц в лабораторных усло-
виях. В экспериментальной работе могут потребоваться яйца с точно
известной датой их откладки, особенно в случаях учета сроков метамор-
фоза. Лучше всего для получения яиц в массовом количестве использо-
вать сытых самок или самок -с переваренной кровью и раздутым воско-
42
П. А. ПЕТРИЩЕВА
вого цвета брюшком, которых находят в местах их массовых дневок.
Собранных самок разбивают по видам и размещают в садки, куда ставят
посуду с водой и плавающими на ней «плотиками» в виде разрезанных
стеблей сухих растений, служащих местом посадки самок на поверхность
воды во время яйцекладок. В затененных садках в условиях достаточной
влажности и умеренной температуры массовые кладки бывают в любые
часы дня. В освещенных садках массовая откладка яиц обычно прихо-
дится на вечерние и ночные часы, при этом не исключены одиночные
дневные кладки.
Для сбора яиц Aedes вместо воды в садки помещают влажную землю,
влажную фильтровальную бумагу или смятую материю. В данном слу-
чае также подкладывают изрезанные листья или стебли растений, на ко-
торые садятся самки во время яйцекладки.
Личинки
Орудия и способы сбора
Основным вооружением при обследовании водоемов является водный
сачок. В экскурсии трудно обойтись одним сачком, приходится иметь
при себе 2—4 сачка разных размеров и форм.
Плоские или блюдцеобразные сачки. Из проволоки
толщиной от 3 до 6 мм изготовляется набор обручей с диаметром от 10
до 20 и более см. Рукояткой служат перевитые концы проволоки. При
желании на концы одевается деревянная рукоятка. Для обшивки обру-
чей употребляется марля в один или два слоя. В отдельных случаях можно
также использовать любую достаточно прозрачную материю — крупно-
ячеистые сорта мельничного газа, вышивальную канву, мелкоячеистый
тюль, шелковый маркизет и т. п.
На кусок материи накладывается проволочный обруч и карандашом
отмечается линия отреза, отступя на 5—6 см от проволоки, после этого
вырезается из материи кружок, диаметр которого на 10—12 см превос-
ходит диаметр обруча. Кружок материи нашивается на обруч с расчетом,
чтобы на обшивку приходилось по 2.5 см материи, так как для прочности
край материи, обтягивающий обруч, складывается вдвое. Приготовлен-
ный сачок нельзя считать полностью плоским, так как материя отвисает
вниз посредине сачка на 2—3 см. Иногда при употреблении сачка мате-
рия может или садиться, или, наоборот, вытягиваться. В зависимости
от того, насколько провисает вниз обшивка, сачок приобретает блюдце-
видную или тарелкообразную форму (фиг. 1).
Такой сачок очень удобен для обследования мелководных водоемов.
Для большей портативности и удобства обращения с сачком длина его
рукоятки не должна превосходить 25—30 см. Для обследования крупных
водоемов, где желательно взять пробу на далеком расстоянии от берега,
сачок всегда можно насадить на более длинную рукоятку.
Сачок заносится вправо, погружается на % своего диаметра в воду
и под острым по отношению к воде углом плавно перемещается на полный
размах руки в левую сторону. Вода быстро стекает с вынутого из воды
сачка, и на его поверхности можно обнаружить даже самых молодых ли-
чинок. Пойманных личинок и куколок смывают в приготовленную с во-
дой ванночку или другую невысокую и плоскую посуду, чтобы удобнее
выбрать из пробы хищных жуков и их личинок, которые часто поедают
и сильно мнут личинок комаров. После этого личинки и куколки перено-
МЕТОДЫ ИЗУЧЕНИЯ КРОВОСОСУЩИХ НАСЕКОМЫХ
43
сятся в банку для более длительного сохранения. При работе на Даль-
нем Востоке надо обязательно отдельно и по возрастам собирать хищных
личинок Lutzia vorax, которые способны съесть и помять в банке значи-
тельную часть личинок п куколок не только других видов, но и своего
вида: более крупные личинки поедают более мелких.
При относительной чистоте материала личинок с сачка сразу смывают
в приготовленные для этой цели банки. Сначала личинок концентрируют
на середине сачка путем повторных погружений в воду отвисающей части
обшивки или с помощью нескольких пригоршень воды. Затем середина
Фиг. 1. Сбор личинок плоским сачком. Родниковый водоем в лесу —
место выплода Aedes borealis.
сачка опрокидывается над материальной банкой, а на обратную сторону
сачка достаточно налить небольшое количество воды для смывания всех
личинок в материальную банку.
При заготовке большого материала для экспериментальной работы
личинки и куколки смываются в крупную посуду, лучше в широкое
ведро. На поверхность воды, взятой из того же водоема, накладывают
сачок той стороной, на которой находятся личинки. Перед этим с сачка
сбрасывают жуков и других хищных насекомых.
Для взятия небольших контрольных проб и при слабой населенности
водоемов личинками последние смываются в широкие пробирки. Про-
бирку предварительно наполняют на 2/3 водой, а затем ее край присоеди-
няют к тому месту сачка, где находится личинка; сачок держится почти
в вертикальном положении, и при соответствующем наклоне пробирки
вода касается личинки, что заканчивается быстрым уходом последней
в пробирку с водой. Таким способом можно быстро собрать потребное
количество отборных личинок любого возраста, которые могут быть ис-
пользованы для любых целей.
Мешкообразные сачки. На обручи разного диаметра наши-
вают соответствующего размера мешки, изготовленные из той же тканщ
44
П. А. ПЕТРИЩЕВА
которая идет на обшивку блюдцеобразных сачков. Длина мешка для са-
мого большого обруча (с диаметром 25—30 см) не должна превышать
20—25 см, так как из более глубокого сачка трудно выбирать материал.
Конец мешка округляют.
Мешкообразные сачки употребляются для сбора личинок тех видов
Aedes и Culex, которые обычно заселяют небольшие глубокие естествен-
ные и также небольшие искусственные резервуары. Сачки весьма удобны
для сбора материала при относительной чистоте водоемов, особенна
Фиг. 2. Зачерпывание личинок плоской чашкой. Кара-Кумы в районе ст.
Репетек; небольшая лужа с выплодом Anopheles superpictus.
в противопожарных бассейнах, в неглубоких колодцах, в каменистых ла-
гунах на скалистом побережье моря. Собранных личинок и куколок пере-
носят в посуду с водой. Мешкообразный сачок незаменим для сбора ли-
чинок некоторых видов, отличающихся своей пугливостью, например
личинок Aedes koreicus, A. japonicus, A. togoi и др. Даже при осторож-
ном подходе к водоему личинки этих видов быстро уходят на дно водоемов,
где они могут находиться довольно долго, особенно в прохладное время.
При сборе материала в водоемах, сильно загрязненных различными
растительными остатками, а также заселенных хищными насекомыми
и их личинками, содержимое сачка обязательно смывают в плоскую не-
глубокую посуду, например в фотографическую ванночку, где сбор или
очищается от всего ненужного, или, наоборот, из всей собранной массы
выбирают только личинок и куколок комаров. Это делают специальной
металлической сетчатой ложечкой, небольшим плоским сачком из сетки
или тупой пипеткой из стеклянной широкой трубки с хорошо оплавлен-
ным краем.'
МЕТОДЫ ИЗУЧЕНИЯ КРОВОСОСУЩИХ НАСЕКОМЫХ
45
Сачки-лилипуты. Большой сачок совершенно непригоден
для вылавливания личинок из микроводоемов, образующихся на мокрых
местах в мельчайших углублениях почвы, часто в следах копыт скота,
следах человека, в естественных неровностях, трещинах на плоских ка-
менистых участках, в небольших дуплах, в пазухах листьев травянистой
растительности, в пнях срубленных деревьев и т. д. Для обследования
этих личиночных биотопов необходимо иметь малые сачки с диаметром
обруча 3—5—8 см. Обшивают их мельничным га-
зом или тонкой кисеей.
Е. Н. Павловский, А. В. Гуцевич и П. П. Пер-
фильев (1937) предложили для обследования во-
доемов ковшик из белой жести: диаметр 12 см,
высота 4—5 см, длина ручки 15—20 см. В пра-
вой от ручки половине дна пробиваются мелкие
отверстия для стока воды, а слева от ручки устраи-
вается небольшой отогнутый носик для сливания
пробы. Левая от носика половина дна без отвер-
стий служит для сохранения в ковшике небольшого
количества воды с личинками и куколками кома-
ров, которых после предварительного осмотра
пробы сливают в посудину. Для обследования
отдаленных от берега участков воды ковшик оде-
вается на палку, для чего ручка ковшика делает-
ся в виде трубки.
Зачерпывать пробу можно также фотогра-
фической эмалированной ванночкой размером
9x12 или 18x24 см или чайным блюдцем (фиг.2).
Неудобство этой посуды заключается в том, что
личинок приходится выбирать из воды пипеткой
или процеживать воду через сачок: и то, и дру-
гое затрудняет быстрый сбор материала. Лишь
в тех случаях, когда приходится иметь дело с ко-
личественным учетом материала в водоемах с давно
известной фауной, этот способ имеет те преимуще-
ства, что ускоряет подсчет личинок на единицу
Фиг. 3. Выкачиватель
для добывания жидко-
сти с личинками кома-
ров и мокрецов из дре-
весных дупел.
1 — резиновая груша; 2 —
стеклянный наконечник;
з — резиновая трубка; 4 —
стеклянный резервуар; S ~
резиновая трубка; 6 — сте-
клянный наконечник, ко-
торый опускают в дупло.
площади.
Личинок Mansoma richiardii нельзя собрать обычным сачком, так как
они совсем не поднимаются на поверхность воды. Личинки этого вида
прикрепляются к подводным стеблям рогоза, аира, водяного лютика и
других растений, поглощая кислород из их воздухоносных полостей.
Для сбора личинок растения выдергивают по возможности с частью корня
(или обрезают их в воде под корень) и размещают в плоские сосуды с во-
дой, откуда выбирают личинок. Поздней осенью и ранней весной можно
найти зимующих личинок. Куколки Mansoma richiardii всплывают на
поверхность воды перед самым окрылением и могут попасть в общие
уловы сачком.
При обследовании дупловых водоемов в садах, парках, в лесной зоне
необходимо иметь при себе выкачиватель воды, без которого в некоторых
случаях (высоко расположенные и узкие дупла, глубоко уходящие в дре-
весную породу) совершенно невозможно собрать личинок (фиг. 3).
Выкачиватель можно заменить обычной резиновой трубкой длиной
1—1.5 м, диаметром 8—10 мм, оба конца которой снабжают оплавленными
стеклянными наконечниками. Длина одного наконечника 5—6 см, а дру-
46
П. А. ПЕТРИЩЕВА
того 10—12 см. Короткий наконечник вставляют в дупло, па длинный
одевают грушу, с помощью которой выкачивают жидкость из дупла в при-
готовленную банку. Если нет подходящей груши, то длинный наконеч-
ник, предварительно закрытый ватным тампоном, берут в рот, и при мед-
ленном затяжном вдыхании вода поступает в резиновую трубку. Когда
жидкость дупла дойдет до наконечника, последний туго зажимают паль-
цем и всю собранную жидкость сливают в материальную стеклянную
банку. Каждую банку с собранными личинками и куколками накрывают
марлевым садком, в который вылетают окрылившиеся насекомые. Если
личинки и куколки находятся в небольшой банке, то, наоборот, ее ставят
вовнутрь марлевых садков для сбора окрыляющихся насекомых.
Часть личинок фиксируют в 70%-м спирте с указанием на этикетке
места и даты сбора. Кроме того, указывают порядковый номер сбора,
за которым он записан в журнал, где подробно указывается характеристика
водоема, местности, температура воды и другие сведения.
Куколки
Наличие в водоемах куколок вместе с личинками представляет боль-
шое преимущество для исследователя. В этом случае можно быстро по-
лучить окрыленных комаров, в том числе и самцов, что облегчает более
полное и достоверное определение видового состава фауны.
Сбор куколок
Куколок собирают так же, как и личинок. Но для перевозки материала
и для окрыления лучше в общих сборах отделять куколок от личинок.
Делают это небольшим ложкообразным сачком или ложечкой-ситечком.
Быстрыми движениями подхватывают куколок и переносят их в неболь-
шие низкие сосуды с водой. На поверхность воды бросают нарезанные
стебли высохших растений, которые служат причалом для куколок во
время окрыления и местом посадки юных комаров. Посуду с куколками
закрывают небольшим квадратным марлевым садком или завязывают
колпачком из мельничного газа. Окрыляющиеся комары взлетают на
внутренние стенки садка или колпачка, откуда их можно собрать в любое
время или оставить в этой посуде для дальнейших наблюдений. Неболь-
шие банки с куколками размещают в марлевых садках. Взрослые ку-
колки очень хорошо переносят отсутствие воды; поэтому их легко пе-
ревозить на далекое расстояние в посуде с влажной травой из водоемов.
Небольшое количество куколок можно поместить в широкие пробирки
на влажную траву или вату. В этих же пробирках может происходить
окрыление; комаров перегоняют в сухие пробирки или в марлевые
садки.
Сезонные изменения видового состава личинок
Сезонная смена видового состава личинок не должна проходить мимо
внимания исследователя и практического работника. При регулярном
наблюдении удается установить, как в одном и том же районе безвредные
или мало опасные виды могут заменяться более опасными, и наоборот.
Своевременное установление всех изменений в фауне, фенологии и чис-
ленности переносчиков инфекции определяет сроки, объем и характер
работы противоэпидемической организации и позволяет делать соответ-
МЕТОДЫ ИЗУЧЕНИЯ КРОВОСОСУЩИХ НАСЕКОМЫХ
ствующие прогнозы. Эту работу можно проводить одновременно с изу-
чением фенологии комаров на контрольных водоемах.
Для постоянных наблюдений необходимо избирать наиболее типич-
ные водоемы для отдельных видов комаров. В эту группу контрольных
водоемов должны входить личиночные биотопы в самых различных ста-
циях района, с различным значением их в хозяйственном отношении,
с различным происхождением и характером в отношении освещения,
температурного режима, зарастания водной растительностью и т. д.
Для каждого контрольного водоема следует иметь специальную кар-
точку, в которой дается описание водоема по следующему плану:
1) название района, села, города;
2) название водоема;
3) месторасположение водоема по отношению к ближайшему наиболее
заметному опозновательному пункту;
4) краткая характеристика местности (рельеф, ландшафт, раститель-
ность, богатство водными источниками, и т. д.);
5) близость водоема к населенному пункту;
6) происхождение водоема, характер питания его (грунтовой, атмо-
сферный, смешанный и др.); время поступления в водоем атмосферной
воды;
7) площадь водоема, его форма;
8) характер берегов (плоский, пологий, обрывистый, топкий, с какой
растительностью, без нее, и т. д.);
9) глубина водоема в различных участках;
10) характер дна (песчаное, каменистое, илистое);
11) подвижность воды (проточная, стоячая, с волнобоем во время
ветра, и т. д.);
12) температурный режим водоема в разные сезоны года, в разные
часы суток;
13) качество воды [прозрачность, окраска воды, запах, активная реак-
ция среды (pH), загрязнение водоема промышленными водами, и т, д.];
14) растительность водоема, ее характер и степень зарастания водоема;
15) фауна водоема (зоопланктон, бентос, позвоночные);
16) фитопланктон;
17) хозяйственная значимость водоема;
18) наиболее подходящие мероприятия для санитарной охраны водоема.
Составленная по этой схеме характеристика водоема в дальнейшем
дополняется итогами регулярного учета заселенности его личинками
комаров, на основании чего выявляется его эпидемиологическая значи-
мость. Во время каждого посещения водоема наряду со взятием необхо-
димых проб отмечают все изменения, происшедшие в водоеме со времени
последнего посещения. Особо отмечают влияние на водоем дождей,
во время которых вода может подниматься и затоплять окружающую
местность. Также важно отмечать и падение уровня воды в связи с про-
должительной засухой. Как в первом, так и во втором случае
всякое изменение только в уровне воды уже влечет за собой сильные
изменения в живом составе водоема, что заметно сказывается и на
заселенности личинками комаров.
При изучении заселенности водоема преимагинальными фазами ко-
маров в отдельные сезоны года совершенно необходимо собрать самые
подробные сведения по следующим вопросам:
1) время оттаивания водоема, если он постоянного характера, или
время наполнения водоема атмосферной водой;
48
П. А. ПЕТРИЩЕВА
2) время появления первых яйцекладок;
3) время появления первых личинок;
4) массовое появление яйцекладок, личинок;
5) взрослые личинки;
6) первые куколки;
7) частота и степень заселения преимагипальными фазами водоема
в течение всего теплого периода; при каждом проверочном посещении
учитывается численность личинок, их возрастной и видовой состав,
количество куколок;
8) последние яйцекладки осенью;
9) последние юные, взрослые личинки и куколки;
10) характер последних мест выплода, численность и поведение в них
последних личинок и куколок комаров;
И) постепенное прекращение активной жизни в водоеме всех прочих
обитателей;
12) время замерзания водоема.
Все эти вопросы выясняются для каждого вида комара в отдельности,
в первую очередь для видов более опасных и массовых. Работа должна
проводиться лишь в контрольных водоемах, при выборах которых необ-
ходимо учитывать следующее.
1. Водоем должен быть типичным для изучаемого вида. Для Gulex
pipiens это будут разные искусственные резервуары на хозяйственной
территории; для Aedes togoi такими водоемами явятся каменистые лагуны
на скалистом морском побережье; для A. galloisi — дупла деревьев, для
С. tritaeniorhynchus — мелководные естественные лужи, и т. д.
2. Для регулярных наблюдений необходимо выбирать более или
менее постоянные водоемы. Лучше для каждого вида иметь несколько
контрольных водоемов, чтобы в случае пересыхания одного можно было
продолжать наблюдения в другом.
3. Контрольные водоемы должны располагаться поближе к населен-
ному пункту, чтобы можно было проводить все наблюдения своевременно.
i. Наблюдения за контрольными водоемами необходимо проводить
не реже одного раза через каждые 5—6 дней. Для отдаленных водоемов
можно установить более редкие сроки регулярных наблюдений (1—2 раза
в месяц, в крайнем случае 2—3 раза в течение сезона). Наоборот, наи-
более близкие и интересные водоемы необходимо посещать чаще, особенно
перед окукливанием и во время окрыления комаров.
5. Во время каждого посещения вместе со взятием проб измеряется
температура воды в различных участках водоема, чем-либо отличающихся
друг от друга. Для экономии времени сначала в воду погружается тер-
мометр, а затем' производится сбор личинок. После взятия нескольких
проб в дневник записывается численность на 1 кв. м или количество
пойманных личинок на каждый сачок, а затем записывается температура,
а также все сопутствующие метеорологические наблюдения во время
каждого посещения водоема.
Для изучения температурного режима в контрольных водоемах
необходимо производить измерения 3 раза в сутки в часы, установленные
для метеорологической службы: 7, 13 и 21 час. Каждый раз термометр
опускают в одних и тех же местах водоема, более обильно заселяемых
личинками комаров.
6. При обследовании водоемов необходимо собирать растительность
для гербария с обязательным указанием, из какого водоема, когда взято
растение, как интенсивно был заселен водоем личинками комаров отдель-
МЕТОДЫ ИЗУЧЕНИЯ КРОВОСОСУЩИХ НАСЕКОМЫХ
49
ных видов при том или ином сочетании водной растительности (Катанская,
1956).
7. При наличии подходящих условий следует произвести более пол-
ное гидробиологическое обследование контрольных водоемов, учитывая
основные медицинские цели.
8. Важно также учитывать химизм воды: активную реакцию среды
(pH), наличие в воде тех или иных органических и минеральных веществ,
особенно в тех местах, где в водоемы спускаются отработанные воды из
различных заводов, фабрик (см. гл. 50).
Имея в дневнике подробную характеристику контрольного водоема,
все последующие записи можно проводить по более упрощенной форме.
Все попутные наблюдения записываются как специальные примечания
(табл. 1).
Таблица 1
Форма записи данных изучения контрольного водоема (название водоема)
№ п. п. Дата иссле- дова- ния Время дня Температура воды Заселенность преимагинальными фазами комаров Замеченные изменения между двумя обследова- ниями
видовой состав яйца личинки ку- колки
воз- раст число на 1 кв. м.
1. 15 IV 12 ч. 16.2° в мелко- водной бере- говой части. Aedes caspius. A. ve- xans. Нет » /, II I, II 2—5 1—2 Нет. На берегу поя- вилась низко- рослая злако- вая расти- тельность.
2. 22 IV 14 ч. 11.5° на мелко- водном бе- регу, 18° среди злако- вой расти- тельности. A. cas- pius. A. ve- xans. » » I-IV I-IV 10—12 16—20 Есть. Нет. 20 IV прошел небольшой дождь, вода затопила злаковую ра- ститель- ность, кото- рая едва поднялась над водой. Личинки концентри- руются среди раститель- ности.
Наличие контрольных водоемов совсем не исключает необходимости
отмечать все заметные изменения, происходящие со всеми водоемами
в течение смены сезонов, а особенно все наиболее крупные изменения в лю-
бом водоеме. Весьма важно отмечать высыхание водоема и новое наполне-
ние его водой во время дождей. По отношению к временным водоемам,
особенно в районах с длинным теплым периодом, интересно отметить,
сколько раз они пересыхают в течение всего теплого периода, в какие
сезоны они имеют наибольшую продолжительность водостояния, какова
заселенность этих водоемов животными и растительными организмами.
Совершенно необходимо вовремя учесть все изменения в окружающей
природе, которые ведут к заметным сдвигам в экологии личинок комаров,
4 Жизнь пресных вод, т. IV, ч. 2
Таблица 2
Распределение личинок более часто встречающихся комаров в пойме реки Суйфун (Дальний Восток, Приморский край)
Время года Месяц Стация Характер водоема Распределение внутри водоема Видовой состав личи- нок Числен- ность
Весна. Лето. IV-V VI-VII VIII Заливные луга в мае покрыты низкорос- лой травой. Мокрые низины в ок- ружении небольших озер. Кустарниковые не- большие участки. Остаточные водоемы на песчаных отме- лях. Низина с грубой бо- лотной раститель- ностью. Частые кустарниковые заросли. Заливные луга после сенокоса. Временные небольшие водоемы на низких открытых местах. Макроводоемы, легко прогреваемые. Мелководные лужи, заполненные гнию- щими листьями кус- тарников. Местами сильно затененные. Небольшие, различной глубины лагуны, большей частью ли- шенные раститель- ности , но богатые зоо- и фитопланктоном Небольшие пресновод- ные озера. Небольшие лагуны с гниющими листьями растений, полузате- ненные. Низкие участки с до- ждевой водой, сильно прогреваемые. В мелководных наибо- лее прогреваемых участках. Равномерное. Равномерное, а в бо- лее глубоких лужах держатся в мелко- водном прибрежье. Равномерное. Вдоль берега. Только вдоль берега, обнаженного от ра- стительности, с мас- сой мелководных заводей. В наиболее освещен- ных местах. Равномерное. Aedes vexans. A. caspius. A. eso6nsis. A. vexans. A. caspius. A. cinereus. A. vexans. A. caspius. Culex vagans. Anopheles hyrcanus. Culex tritaeniorhyn- chus. C. orientalis. C. modestus. C. apicalis. Theobaldia ochroptera. Culex orientalis. C. vagans. C. tritaeniorhynchus. Theobaldia ochroptera. Addes caspius. A. vexans. Обилие. Редко. » Много. » Исключи тельное обилие. То же. Очень ред ко. Много. Редко. Умеренно. » Много. Редко. » Много. Редко. Много. Редко. Обилие. Много.
Таблица 2 (продолжение)
А'
Время года Месяц Стация Характер водоема Распределение внутри водоема Видовой состав личи- нок Числен- ность
Заливные луга после сенокоса. Канавки, глубокие лужи с длительным стоянием, заросшие зелеными нитчат- ками. Скопление в местах умеренного зараста- ния нитчатками. Culex bitaeniorhynchus. Theobaldia ochroptera. Culex orientalis. Много. Умеренно. Редко.
Осень. IX (первая Остаточные водоемы Небольшие лагуны с Равномерное. Anopheles hyrcanus. Много.
половина) на песчаных отме- лях. Кустарниковые за- росли. Заливные луга после сенокоса. дождевой водой, местами заросшие нитчатками. Лужи с дождевой во- дой, богатые разла- гающейся раститель- ностью. Мелкие низины с до- ждевой водой. » » Culex tritaeniorhyn- chus. C. orientalis. C. bitaeniorhynchus. Theobaldia ochroptera. Culex tritaeniorhyn- chus. C. tritaeniorhynchus. C. bitaeniorhynchus. C. tritaeniorhynchus. C. orientalis. C. bitaeniorhynchus. Aedes caspius. A. vexans. Редко. » » Много. Редко. Обилие. Редко. Обилие. Много. Умеренно. » »
То же. То же. Остаточные водоемы на песчаных отме- лях. Мелкие озера, открыв- шиеся после покоса. Микроводоемы на ско- шенных низинах — следы копыт скота, человека, колес. Лагуны, пополняемые дождями, сильно заросшие нитчат- ками. Только вдоль мелко- водного берега. Равномерное. » Culex tritaeniorhyn- chus. C. tritaeniorhynchus. C. bitaeniorhynchus. Много. Обилие »
52
П. А. ПЕТРИЩЕВА
как-то: крупные грозовые ливни, необычно долго продолжающиеся за-
сухи, важные мелиоративные мероприятия, продолжительные зимы, на-
ступление весны, и т. д.
Всякие уклонения от нормы в явлениях природы и в жизни комаров
обязательно следует отмечать и искать им объяснения. Лишь при регу-
С. modestus
С. mimeticus
•С. theileri
Aedes са spins
A. pulchritarsis
Theobaldia longiareolata
Urdnolaenia unguiculata
Wdnsonid rwhiarJiii
Фиг. 4. Кривая сезонной численности личинок наиболее изу-
ченных видов комаров в районах юго-западного Копетдага
(Туркмения).
лярных сборах материала можно наблюдать, как сильно сказывается на
поведении личинок, на изменении их видового состава даже обычная смена
сезона. Как пример такого рода исследований в табл. 2 даны итоги наблю-
дений за личинками комаров в пойме р. Суйфуна на Дальнем Востоке.
При обработке собранного материала итоги регулярных исследований
можно изобразить в виде картограмм, диаграмм, кривых, которые по-
зволяют более наглядно представить научное и практическое значение
проводимой работы.
Очень важно изучить изменения в жизни комаров (изменения видового
состава, численности, сезонности), связанные с влиянием на местность
МЕТОДЫ ИЗУЧЕНИЯ КРОВОСОСУЩИХ НАСЕКОМЫХ
53
хозяйственной деятельности человека. Во время освоения новых земель
следует отметить, какие виды комаров более быстро переходят из природ-
ных стаций на хозяйственную территорию. В этих случаях первоочеред-
ной работой является изучение условий развития комаров — переносчи1-
ков инфекций в целях недопущения их распространения в ближайшем
окружении жилых и хозяйственных построек.
Подробно изучаемые сезонные изменения, как нормально протекающие
так и необычные, помогают хорошо знать всякий новый район, что является
залогом успешной профилакти-
ческой работы. Знание района
позволяет обобщать накоплен-
ные материалы, вскрывать за-
кономерности эпидемиологичес-
кого процесса и вооружает
всегда сознательным и пра-
вильным воздействием на грозя-
щие опасности. Итоги работ
можно дать в виде сезонных
графиков (фиг. 4—5).
Весьма важно на каждый
сезон иметь схему-карту с изоб-
ражением на ней состояния
водного фактора, заселенности
отдельных водоемов личинками
различных видов комаров. Обя-
зательным приложением к карте
является календарный план ре-
гулярных наблюдений и проти-
воличиночных мероприятий. Та-
кая карта всегда хорошо ориен-
тирует в очередности и характе-
ре работы, как проведенной, так
и предстоящей. Карта обеспе-
чивает постоянную преемствен-
ность в работе при случающейся
смене работников и составляет
Фиг. 5. Сезонная численность личинок Anophe-
les в заболоченности Багир (Туркмения).
1 — A. bifurcatus; 2 — A. maculipennis; а — A. su-
perplctus.
ценный архив любого учреждения, который может дать пред-
ставление об эпидемиологии района на протяжении ряда лет.
Приуроченность личинок Culicidae к различным участкам в пределах
одного водоема
При обследовании крупных заболоченностей или стоячих и полупро-
точных водоемов необходимо тщательно осматривать все или зна-
чительную часть побережья, где возможно развитие личинок. Неодно-
кратные пробы полагается брать из .каждого, чем-либо отличающегося
от других участка. Ни в коем случае нельзя ограничиваться взятие^
пробы лишь из 1—2 мест большого озера, староречья, запущенного пруда.
Общеизвестно, что на всегда освещенных участках будут одни виды
комаров, на затененных —• другие, на участках с разной степенью зара?-
стания водоема также будут встречаться личинки разных видов комаров.
При обходе крупных скоплений воды следует осматривать: а) участки
плоского берега, где образуются различные по величине и по форме заводи1;
54
П. А. ПЕТРИЩЕВА
б) край берега со свисающей в воду наземной растительностью, которая
часто служит местом причала личинок; в) отпечатки копыт скота и колес-
ные следы с водой; г) места с постоянной или перемежающейся в течение
дня затененностью; д) прибрежную мелководную часть без растительности,
а также с полупогруженной растительностью, с нитчатками; е) плаваю-
щие биотопы и микробиотопы из скоплений нитчаток, рдестов и другой
растительности; ж) находящиеся в водоемах, а также и на берегу деревян-
ные кадки, бочки с водой; 3) стоящие на привязи или затопленные лодки
с застоявшейся в них водой; и) места поступления сточных вод, и т. д.
I
। Распределение личинок в водоемах в связи с их характером,
с временем суток и с погодой
Некоторые водоемы днем оказываются с личинками, а рано утром или
поздно вечером их трудно отыскать. При недостаточном знании поведения
личинок некоторых видов их почти нельзя найти во время сильного по-
Фиг'. 6. Миграции в пределах суток личинок и куколок Culex tritaeniorhynchus в июле
1947 г. Водоем на побережье Желтого моря.
А: температура воды у камней 20°, в остальной части водоема 13—15°; 1—5 часов. J5: температура
воды 21—24° по всему водоему; 10—12 часов. В: температура воды в открытой части водоема 41°,
под тенью растений 29—31°. 1 — личинки; 2 — камни; з — растительность.
холодания, сильного ветра, при перегревании водоема и при других рез-
ких изменениях погоды, перемены освещенности водоема и т. д. Следует
изучать характер суточного распределения личинок и изображать его
в виде схем (фиг. 6).
Начинающему работнику необходимо помнить некоторые особенности
поведения личинок комаров.
1. В районах с жарким климатом сухих и влажных субтропиков в са-
мые знойные часы, когда температура воды достигает 40° и выше, личинок
и куколок комаров следует искать среди полупогруженной растительности,
в тени которой они прячутся.
2. В часы умеренной температуры личинки распределяются в водоемах
более или менее равномерно, но всегда с заметной концентрацией у прим-
чала или в местах обилия пищи. Личинок следует искать в скоплениях
нитчаток, среди плавающих предметов, обрывков стеблей, среди низкорос-
лой полупогруженной растительности и т. п.
3. В проточных водоемах личинки занимают лишь узкую прибрежную
часть; в той или иной мере поросшую растительностью или без расти-
тельности.
МЕТОДЫ ИЗУЧЕНИЯ КРОВОСОСУЩИХ НАСЕКОМЫХ
55
4. В крупных водохранилищах и прудах при отсутствии водной расти-
гельности личинок следует искать в узкой прибрежной полосе, где имеется
затопленная наземная растительность.
5. В ветреную погоду личинки глубоко уходят под нависающий берег,
а также под нависающую над водой, полузатопленную наземную расти-
тельность. В ветреную и холодную погоду (ранней весной и поздней
осенью) личинки некоторых видов комаров уходят на дно водоемов.
Пробы следует брать при сильном взмучивании воды.
6. На влажных лугах при отсутствии на них открытых водоемов ли-
чинки комаров могут встречаться в воде, скопляющейся в пазухах листьев
крупных растений. На Дальнем Востоке таким растением является дуд-
ник гигантский.
7. В предгорных и горных районах в водоемах среди камней и гальки
во время сильного похолодания по вечерам личинки занимают разные
микроубежища или узкую зону вокруг погруженных в воду камней.
8. Личинки некоторых видов комаров, заселяющие противопожарные
и другие искусственные бассейны, очень пугливы и при быстром подходе
исследователя к водоему надолго опускаются на дно. Если ограничиться
поверхностным взятием проб, то можно получить неправильное впечат-
ление об отсутствии их в водоеме.
9. Личинки концентрируются в более освещенных местах водоема,
особенно в прохладные часы дня (раннее утро, поздний вечер) или ранней
весной и поздней осенью.
10. В глубоких стоячих и в проточных водоемах при отсутствии на них
водной растительности личинки могут встречаться среди куч плавающего
мусора.
Сбор окрыленных комаров в природе
Воздушный сачок — первое и основное орудие для сбора окрыленных
комаров на лету. Для изготовления сачка необходима металлическая про-
волока толщиной 3—6 мм и легкая, прозрачная ткань белого цвета.
Из проволоки сгибают обруч диаметром 25—35 см, насаживающийся на
деревянную рукоятку длиной от 25 см до 1 м. Из материи шьют мешок
шириной, равной диаметру обруча, и длиной 0.5—0.75 м. Свободный
край мешка обшивают более плотной материей, полосой 5—6 см шириной.
Вершина мешка делается округлой. Обруч можно изготовить из двух
складывающихся половинок. Мешок необязательно должен иметь тупой
конец, его можно не зашивать, а завязывать тесьмой (фиг. 7).
В зависимости от насыщенности воздуха комарами сачком делают
6—8 или 10—12 взмахов, и в воздухе перехватывают ткань сачка левой
рукой посредине мешка или в его последней третьей части с таким расче-
том, чтобы не смять пойманных комаров. Если требуется сохранить ко-
маров в живом виде, то их сейчас же перегоняют в квадратные марлевые
садки; если комары нужны только для определения видового состава и ко-
личественного учета, то вершину сачка с комарами осторожно помещают
в стеклянную банку с хорошо пригнанной корковой пробкой, где нахо-
дится ватный тампон, слегка смоченный серным эфиром или хлороформом.
Заморенных комаров через несколько минут раскладывают на ватные
матрасики с соответствующей этикеткой.
Одним из наиболее частых приемов является «кошение» воздушным
сачком. Сборщик комаров широко развертывается\правой рукой и делает
размеренные движения сачком справа налево и наоборот, неся сачок
с той необходимой быстротой, при которой мешок все время находится
56
Р'П. А. ПЕТРИЩЕВА
в ровно-прямом положении. После каждого движения сачком сборщик,
подобно косцу с косой, передвигается вперед.
Если комары собраны в марлевые квадратные садки, то их можно пере-
вести в лабораторию для различных опытов. Во время перевозки садки
завертывают в ткань, слегка увлажнив ее. Перед дальним расстоянием
Фиг. 7. Воздушные сачки из кисеи для сбора насекомых
1 — сачок со сквозной вершиной (а — до работы, б — во время работы); 2 — сачок
с округлой вершиной.
необходимо напоить комаров сахарным сиропом (на стакан воды раство-
ряют 1—1.5 чайные ложки сахарного песка). Тампон гигроскопической
ваты, смоченный сиропом, кладут на верхнюю сторону марлевого садка.
Фиг. 8. Эксгаустеры.
1 — резиновый шланг; 2 — стеклянная трубка; S — мельничный гав,
4 — стеклянная трубка, мундштук.
Сахар можно заменить медом. Во время переноса и перевозки комаров
следует тщательно охранять от резкого сотрясения, от перегревания, осо-
бенно от действия прямых солнечных лучей, от ветра, от резких сквозняков.
При соблюдении этих условий комары хорошо выдерживают длительное
передвижение на различных видах транспорта. Лучшим транспортом
является самолет.
МЕТОДЫ ИЗУЧЕНИЯ КРОВОСОСУЩИХ НАСЕКОМЫХ
57
Как собрать комаров-самцов? Жизнь самца более короткая, чем самки,
поэтому в сборах обычно преобладают самки. При необходимости иметь
в сборах достаточное количество мужских особей кошение воздушным
сачком проводят среди цветущей растительности, где нередко можно встре-
тить самцов. Сборы можно проводить и обычными пробирками. Эта работа
требует много времени, но труд вознаграждается отличной сохранностью
«наряда» комаров, что облегчает их определение.
В достаточном количестве самцы встречаются также в растительности,
окружающей места выплода. Здесь вместе с юными самками почти в рав-
ных соотношениях, а иногда в значительно боль-
шем количестве встречаются юные самцы. Луч-
шим временем сбора самцов в таких условиях
являются предвечерние часы.
Огромное количество комаров можно изловить
при их «брачных танцах». Чтобы не повредить
материал, особенно чтобы не сбить с комаров
чешуйки во время их беспокойной подвижности
в сачке, необходимо собирать комаров небольши-
ми партиями и замаривать их на месте, с после-
дующей раскладкой на ватные матрасики, или
выпускать в заранее заготовленные марлевые
садки, если требуется сохранить материал в живом
виде.
Хорошие результаты дает сбор комаров на
приманку. В качестве приманки можно использо-
Фиг. 9. Ловушка для сбо-
ра насекомых на свет.
Через отверстие (а) в
верхней крышке вводят
шнур электрической
лампы. Белый свет мож-
но заменить•ультрафио-
летовым. Размеры в см.
по внутренним и на-
вать одно животное или целую группу из стада.
Массовый сбор можно получить на животном,
поставленном или в палатку, или под полог, одна
из сторон которых поднимается вверх, чтобы допу-
стить свободный налет комаров. Комары при-
влекаемые запахом и теплотой тела крупного
животного, набиваются в огромном количестве
под полог или палатку, где их можно собирать
ружным стенкам, а также и на животном, которого комары немедленно
атакуют.
Приманкой может быть и человек, в частности сам сборщик. Для сбора
комаров следует защитить себя от укусов. Последнее легко достигается
путем употребления диметилфталата, чистого или разбавленного в 5 раз
в глицерине или в вазелине.
В. А. Розит и Д. И. Бибиков (1953) успешно использовали колокол-
ловушку для учета численности и видового состава комаров, питающихся
кровью птенцов мелких птиц — овсянок и камышевок.
Наибольший эффект при сборах комаров в полевых условиях дости-
гается с использованием сильного источника света, каковым могут ока-
заться фары автомашины. Фонарь каждой фары можно ввести через спе-
циально сделанный люк в палатку или под полог из плотной темной ма-
терии. Ослепленные сильным источником света, комары скопляются на
стенах и потолке. Здесь они засасываются в крупные вершевидные ло-
вушки — эксгаустеры (фиг. 8).
В качестве источника света может быть использована любая лампа
или полевой фонарь типа «летучая мышь», который подвешивают на ме-
таллическом гстержне к верху палатки или ящика с прорезями
(фиг. 9).
58
П. А. ПЕТРИЩЕВА
В последнее время есть указания на хорошие результаты применения
световых ловушек с ультрафиолетовым излучением (Merker, 1929;
Фиг. 10, сбор комаров путем накрывания травы учетным пологом. Момент
перевязывания полога после скопления комаров в его верхней части. Дельта
реки Волги.
Богуш, 1951; Hellen, 1953; Frost, 1954; Glick, Hollingsworth, 1954;
Мазохин-Поршняков, 1955, 1956; Бреев, 1957).
Фиг. 11. Колокол Мончадского для учета
численности нападающих летающих крово-
сосущих насекомых.
вольно обычное явление, в той или
всем известным нам видам. Пр1
При исследованиях эпидемио-
логического характера сборы ко-
маров производятся и другими
способами (фиг. 10, И).
Лет комаров на зимовку и вы-
лет с зимовки изучают с помощью
вершевидных ловушек, которые
устанавливают в двери или окон-
ной раме с таким расчетом, чтобы
верша ловушки была единствен-
ным доступным для комаров лет-
ным отверстием как в помещение
так и из него.
Миграции
Дальности полета комаров по-
зволяет определить радиус приме-
нения профилактических противо-
комарных мероприятий. Мигра-
ции у комаров представляют до-
йной степени свойственное почти
изучении причин, вызвавших
МЕТОДЫ ИЗУЧЕНИЯ КРОВОСОСУЩИХ НАСЕКОМЫХ
59
значительное перемещение комаров, необходимо различать мигра-
ции трех типов: связанные с поисками добычи, мест для откладки яиц,
зимних убежищ. Очень важно отметить иногда довольно значительные
миграции из влажных долин на более сухие территории и наоборот, при-
чиной их являются резкие изменения теплового режима и влажности воз-
духа.
Необходимо различать активные и пассивные миграции. Причинами
последних обычно являются ветер, передвижения населения, скота и раз-
личных видов транспорта. Весьма интересно определить основные при-
чины разнообразных путей миграции комаров в горной местности с сильно
изрезанным рельефом, где встречаются глубокие ущелья, каньоны, вы-
сокие вершины, создающие своеобразно запутанный лабиринт для воз-
душных течений. В таких местах нередко направление ветра, определяемое
расположением горных цепей, холмов, пассивно увлекает комаров на
далекие расстояния от мест их размножения.
При выявлении причин миграций необходимо тщательно анализиро-
вать окружающие условия, сопоставляя их с физиологическим состоянием
самок комаров. При миграциях, связанных с поисками добычи, обычно
встречаются голодные самки, при отыскании мест выплода мигрируют
самки с почти развитыми яйцами при отсутствии вблизи подходящих за-
болоченностей; передвижения жирных самок возможно в поисках мест
зимовок, и т. д. При изучении миграций необходимо точно знать расстоя-
ния между населенным пунктом и разнообразными водоемами, в которых
развивается тот или другой вид или одновременно несколько видов кома-
ров-переносчиков. Это знание дает первую простую ориентировку о пре-
одолении комарами определенных расстояний от места выплода до источ-
ника питания. Всякое необычное и массовое появление комаров из дале-
ких территорий надо объяснить анализом всех метеорологических и быто-
вых условий, имевших место за последние дни в интересующей нас мест-
ности. В таких случаях очень хорошо помогает знание топографических
условий местности, господствующего направления ветра. Методы изуче-
ния миграций комаров за сравнительно короткий срок прошли большую
эволюцию: от мечения отдельных видов комаров путем ампутации лапки
одной из ног до применения радиоактивных изотопов.
Методы изучения миграций
Анилиновые краски. Применяется окрашивание комаров
анилиновыми красками. Для этих целей собирают большие партии ко-
маров в природе, на дневках или выводят их в лаборатории из собран-
ных в природе взрослых личинок и куколок. Работу можно проводить
одновременно с несколькими видами комаров, окрашивая каждый вид
в определенный цвет. Хорошие результаты можно получить с метилено-
вой синькой, эозином. Используемые для окраски комары должны быть
в хорошем состоянии, поэтому окрашивание следует проводить в первый
день их сбора. Лучше иметь дело с оплодотворенными молодыми самками,
которых можно брать на ближайших к местам выплода дневках.
Сухие краски. Тонкий порошок хорошо просушенной мети-
леновой синьки, фуксина, эозина, флюоресцина и других красок насы-
пают в широкие вершевидные комароловки из стекла, где находятся
пойманные комары. Для удобства учета подопытные комары заранее
размещаются в комароловки по 100—150 особей. Так заполняется 10—
20 комароловок. В каждую комароловку насыпают 1—1.5 г тонкоразмо-
60
П. А. ПЕТРИШЕВА
лотого порошка краски. Комароловку с краской несколько раз осторожно
переворачивают в горизонатльном положении, краска равномерно раз-
мещается по стеклу и пачкает комаров. Комароловка с комарами и крас-
кой выдерживается в помещении с умеренной температурой с утра до 9—
10 часов вечера (Мошковский и Носина, 1938; Латышев и Крюкова,
1946; Петрищева, 1949).
Окрашенных комаров выпускают в определенных пунктах. В различ-
ных направлениях и расстояниях от последних намечают контрольные
пункты для сбора комаров. В течение 2—3 недель комаров собирают по воз-
можности в большом количестве, всегда на определенном расстоянии от
места выпуска окрашенных комаров. По пути возможного перелета ко-
маров учитывают различные естественные препятствия (изрезанность
рельефа, наличие оврагов, водных пространств, леса и т. д.), места с пре-
быванием скота, направление ветра, в одних случаях способствующего,
в других препятствующего расселению комаров, наличие естественных
убежищ и источников питания, метеорологические условия и все прочие
факторы, которые могут оказать свое влияние на лёт комаров (в том числе
и окрашенных).
Пойманных комаров умерщвляют эфиром и раскладывают на лист
белой, лучше фильтровальной бумаги. На каждого комара опускают
каплю крепкого спирта, который, растворяя краску на комаре, обра-
зует окрашенное пятно на бумаге, что и дает право судить о поимке ме-
ченого комара. Собранный материал необходимо хорошо паспортизи-
ровать. Паспорт каждого сбора, в котором был найден хотя бы один ок-
рашенный комар, позволяет судить о том расстоянии, которое проделал
комар за время со дня его выпуска на волю до дня поимки. На карте-
схеме местности, где производился опыт с окрашенными комарами, ус-
ловными значками отмечают передвижение окрашенных комаров.
Красящие растворы. Употребляют 1—5%-е водные раст-
воры метиленовой синьки, эозина и других. Подготовленных для экспе-
римента комаров помещают в тюлевые садки или лучше в садки, обтяну-
тые мягкой металлической сеткой или капроновым газом. Раствор краски
набирают в пульверизатор и наносят на комаров через тюль или метал-
лическую сетку. После высыхания краски комаров выпускают на волю.
Сбор комаров и обработка материала проводится так же, как это ука-
зано для комаров, окрашенных сухой краской.
Для окрашивания комаров можно использовать подходящее помеще-
ние, где комары в большом количестве собираются на дневках. Для не-
которых видов Culex, Aedes и Theobaldia особенно удобны курятники,
находящиеся вблизи места выплода комаров. В хорошо освещенных ку-
рятниках можно сделать специальное затененное место в одном из уг-
лов, где комары собираются в большом количестве. Днем сидящих кома-
ров опыляют тонким порошком одной из вышеназванных красок. После
окрашивания учитывается время, когда комары покидают дневку, кото-
рая становится местом естественного вылета окрашенных комаров.
В сухую погоду, особенно в южных районах, можно опылить сухой
краской небольшой участок растительности (1—2 м2) в местах массовых
дневок комаров в природе. На этом участке в течение долгого срока (до 2
недель) будет происходить самоокрашивание комаров.
Метод «самоокрашивания» легко можно применить к комарам, выле-
тающим из дупел деревьев, из нор диких животных, из узких глубоких
трещин в горной породе, из микроводоемов на скалистом берегу моря,
из искусственных небольших противопожарных резервуаров, и при дру-
МЕТОДЫ ИЗУЧЕНИЯ КРОВОСОСУЩИХ НАСЕКОМЫХ
61
гих наиболее подходящих условиях. Этот же способ можно применить
к комарам, вылетающим из помещений — дневок и зимовок. Таким пу-
тем можно получить данные о радиусе расселения перезимовавших лет-
них популяций комаров, о продолжительности их жизни, о выборе ими
первых биотопов и о других сторонах их жизни.
Мечение радиоактивными изотопами. В послед-
ние годы в биологических науках широко применяются радиоактивные
изотопы (Жадин, Ильинская, Световидов и Трошин, 1953; Кузин, 1954;
Курсанов, 1954; Родина и Трошин, 1954а, 19546; Jenkins, 1955). Это на-
правление нашло свое место и в энтомологии для изучения различных
сторон жизни насекомых — вредителей культурных растений, парази-
тов и переносчиков болезней человека и животных (Ильинская и Тро-
шин, 1954; Bruce-Chwatt, 1956; Шура-Бура, 1957, и др.).
Особое значение этот метод приобретает для изучения миграций ко-
маров, продолжительности их жизни, источников питания и многих дру-
гих вопросов. Подопытные комары получают радиоактивные изотопы фос-
фора (Р32), тория (Th226), стронция (Sr89) или на стадии имаго, или на ста-
дии взрослой личинки. При кормлении окрыленных комаров радиоактив-
ные изотопы примешиваются к сахарному сиропу, который охотно пьют
комары. Для мечения личинок эти вещества прибавляют к воде, к пище
личинок. Минимальная доза для мечения насекомых устанавливается
экспериментально. Меченых комаров выпускают на свободу. Через опре-
деленные интервалы вылавливают большие партии насекомых и опре-
деляют их радиоактивность с помощью счетчиков Гейгера-Мюллера
(Векслер, Грошев, Исаев, 1950; Бочкарев, Кейрим-Маркус, Львова и
Пруслин, 1953; Аглинцев, 1954; Трошин, 1956).
Искусственное разведение и содержание комаров
Как для экспериментальной работы по изучению патогенной роли ко-
маров, так и для изучения отдельных вопросов экологии комаров не-
обходимо их искусственное разведение.
В теплое время года потребности в комарах для экспериментальной
работы легко удовлетворить путем сбора нужного материала в природе.
Чтобы этот материал был однороден в физиологическом отношении,
лучше окрыленных комаров получать в лаборатории. Для этого необхо-
димо хорошо знать распределение личинок разных видов комаров по их
типовым водоемам, надо знать, в какие сезоны года более часто встреча-
ются те или иные виды.
Из мест постоянного выплода собирают в большом количестве взрослые
личинки и куколки комаров; их размещают в широкие неглубокие сосуды
в теплой, светлой лаборатории. Сосуды с материалом ставят в квадрат-
ные марлевые садки произвольной величины. Чтобы добиться копуляции
комаров, лучше употреблять садки объемом в 1 кв. м и больше.
В больших садках можно применять и кровяное питание. На ночь
туда ставят клетку с кроликами (с выбритой шерстью), а утром собирают
комароловкой голодных и напившихся крови самок в нужном для опыта;
количестве.
Во дворе лаборатории всегда можно организовать безостановочный
выплод комаров в противопожарных резервуарах со сбором комаров в лю-
бое время. Над избранной для постоянного контроля кадкой устанавли-
вается полог на длительный срок. На ночь вносят под полог клетку с жи-
вотным, что позволяет поддерживать выплод комаров на любые сроки
62
II. А. ПЕТРИЩЕВА
во все сезоны теплого периода. Это весьма простая естественная установка
позволяет не только своевременно получать экспериментальный мате-
риал, но она также успешно удовлетворяет основные требования для изу-
чения вопроса о количестве генераций в течение активной жизни выпла-
живаЮщегося в изолированном биотопе переносчика, о продолжитель-
ности развития отдельных преимагинальных фаз в связи с сезоном,
и т. д. Умелое использование садков и близкого к лаборатории естествен-
ного резервуара с личинками комаров дает возможность разрешать ряд
важных вопросов биологии и экологии некоторых видов комаров без
особой затраты материальных средств.
Плавающие садки. Бездонные сетчатые садки (рамы дере-
вянные, обтянутые металлической сеткой) размером 1x1x1 м или больше
опускают на воду на небольшом деревянном плоту. В садке одновременно
могут содержаться все фазы развития изучаемого вида. Для нормальной
жизни 200—400 личинок бывает вполне достаточной площадь водной
поверхности в 1—1.5 м. Садок может передвигаться с места на место.
Окрылившиеся комары на день забираются в специально устроенную
для них «спальню» из глухого деревянного ящика. При длительном пре-
бывании имаго в садках ежедневно в садки вносят сахарный сироп или
ставят клетку с небольшим остриженным животным. В садок можно по-
мещать яйца, личинок, а также и самок комаров перед началом их яйце-
кладки. Чтобы предотвратить уход личинок из садков во время ныряния,
к нижней раме садка кругом пришивается тонкая металлическая сетка
шириной до 40 см, свободно спускающаяся в воду.
Плавающие рамы. Из деревянных толстых досок делаются
рамы размером 1.5x1.5 м или меньше. Ворты рам над водной поверх-
ностью должны подниматься на 10—20 см. Для придания устойчивости
вдоль сторон рам прибиваются 2 широкие доски, концы которых должны
выступать за рамы на 0.5 или 0.75 м (рис. 12). Плавающие рамы, как п
плавающие садки, позволяют проводить наблюдения за развитием кома-
ров в их естественных условиях. Определенное количество яйцекладок —
лодочек Culex или яиц других видов, или же определенное количество
личинок одного возраста помещают на водную поверхность внутри рамы.
Чтобы личинки не разбежались во время ныряния, к нижнему краю рамы
кругом пришивается тонкая металлическая сетка шириной от 20 до 40 см
(в зависимости от глубины водоема), свободно спускающаяся в воду.
В случае недостаточного питания личинок в воду периодически вносятся
измельченные сухие листья растений или высушенные нитчатые водо-
росли.
Чтобы сохранить одновозрастный состав выплаживающихся в рамах
личинок, а также предотвратить кладки яиц другими видами комаров,
следует закрывать поверхность рамы тюлем или мелкоячеистой легкой
металлической сеткой. Периодически следует очищать водный участок
в раме от хищных жуков и их личинок.
Домик-инсектарий. При стационарных условиях работы,
когда энтомологические наблюдения могут продолжаться беспрерывно
не только круглый год, но и в течение нескольких лет подряд, лучшие
результаты по изучению биологии и экологии комаров можно получить
в специальном домике-инсектарии. Последний делают постоянным для
проведения наблюдений на одном месте или же переносным, чтобы при
необходимости иметь возможность устанавливать домик над небольшими
водоемами разных типов. Разумеется, что лучше иметь два инсектария —
постоянный и переносный.
МЕТОДЫ ИЗУЧЕНИЯ KI-’ОВОСОСУЩИХ НАСЕКОМЫХ
63
Под домиком делают резервуар округлой или квадратной формы раз-
мером не менее 2x2 м. Дно резервуара устилается по берегам галькой,
а на середину накладывается естественный грунт водоема. Вода в резер-
вуаре наливается на 1—1.5 м и периодически меняется, для чего соору-
жаются два небольших канала: один подводящий воду, другой отводя-
щий. Оба они снабжены задвижками и металлическими сетками. При
освежении воды в резервуаре сначала выпускается значительная часть
Фиг. 12. Плавающие рамы для регулярного наблюдения за развитием изолиро-
ванных личинок.
застоявшейся воды, для чего открывается задвижка, отгораживающая
резервуар от отводящего канала.
Когда нужное количество старой воды уйдет, эта задвижка опускается,
после чего поднимается задвижка, отгораживающая резервуар от при-
водящего канала. Роль металлической сетки сводится к тому, чтобы не
выпустить из резервуара развивающихся в нем личинок комаров и не
допустить в резервуар опасных для них других обитателей воды. Дно
каналов выкладывают камнем или галькой.
Сам домик-инсектарий строят из дерева и мелкоячеистой''металли-
ческой сетки с таким расчетом, чтобы резервуар с водой занимал внутри
домика центральное положение. Между линией берега и сторонами до-
мика кругом необходимо оставить пространство шириной не менее 1 м,
требующееся для проведения наблюдений. По середине резервуара укла-
дывается поперечный мостик.
Основание стен домика делают из досок на высоту 0.25—0.5 м, вся
остальная постройка представляет каркас из дерева, который обтяги-
вается мелкоячеистой металлической сеткой. Общая высота домика
2.5—3 м. Крыша делается из дерева. Внутри инсектария устраивают
64
П. А. ПЕТРИЩЕВА
искусственную дневку для окрыляющихся в инсектарии комаров. Для
этой цели в одном или в двух углах роют округлую яму глубиной 0.5—
0.75 м, в которую ставят кадку. Землю вокруг кадки хорошо утрамбо-
вывают, чтобы не осталось щели. В кадку наливают воду на 20—30 см
для поддержания постоянной влажности и закрывают ее деревянной
крышкой на половину или 2/3 ширины. На эту крышку на ночь ставят
клетку с побритым кроликом для кормления кровью окрыляющихся
комаров. Участок земли внутри инсектария засевают травой, оставляя
узкие тропинки. Вдоль стен инсектария устраивают полочки, на которые
ставят горшки с растениями. Это украшает инсектарий и создает более
естественную обстановку влажности, затененности и т. д.
22
Фиг. 13. Сроки окончания полного цикла развития Anopheles
superpictus в связи с тепловым режимом воды и воздуха в ис-
кусственных условиях при ограниченном питании.
1 — средняя температура воздуха; 2 — средняя суточная температура во-
ды в контрольном водоеме; 3 — сроки окончания цикла в днях.
Лучшим местом для создания постоянного экспериментального во-
доема может служить естественная небольшая низина, в которой во время
дождей обычно образуется временная лужа. Дно таких низин имеет
хорошую дерновую подстилку, обрастающую низкорослыми травами.
В таких водоемах можно получить хорошую культуру Gulex tritaenior-
hynchus, G. orientalis, G. modestus, G. bitaeniorhynchus. Для последнего
вида в водоем заносятся нитчатки, которым не следует давать особенно
разрастаться. В таких же естественных лужах легко наладить разве-
дение нужных для экспериментов видов Addes. Разумеется, подходящие
условия для каждого вида создавать трудно.
Поэтому лучшим выходом является применение переносного домика-
инсектария, который можно поставить над естественным водоемом или
изолированной частью водоема.
Домик-инсектарий в естественных условиях позволяет изучать ряд
важных подробностей жизнедеятельности комаров и дает весьма су-
щественные дополнения к тем наблюдениям, которые одновременно
должны проводиться в открытой природе. Если инсектарий построен
МЕТОДЫ ИЗУЧЕНИЯ КРОВОСОСУЩИХ НАСЕКОМЫХ
65
удачно, в нем можно получить богатый материал для уточнения вопросов
о числе генераций (фиг. 13).
При развертывании работы в инсектарии необходимо строго соблюдать
фенологические даты наступления активности отдельных видов комаров
в природе. Так, например, при изучении количества генераций следует
первую зарядку инсектария перезимовавшими самками делать в те же
сроки, когда самки при естественных условиях приступают к массовым
яйцекладкам. Если в водоем инсектария впервые впускают личинок
первого возраста, то личинки должны быть взяты из естественных во-
доемов в период их массового появления в природе. Чтобы не внести
путаницы в учет смены поколений, следует строго следить за своевре-
менным предупреждением повторных кладок одними и теми же самками.
С этой целью они удаляются из инсектария после первых же кладок.
Таким путем достигается почти одновозрастный состав подопытной по-
пуляции.
Питание комаров в экспериментальных условиях
В летнее время при содержании комаров в искусственных условиях
довольно легко подобрать для них необходимое питание.
Летом для этой цели можно использовать воду небольших естествен-
ных водоемов, богатую микроорганизмами и водорослями. Особенно
Фиг. 14. Искусственная культура личинок комаров Aedes и Culex, поедающих
печень мыши.
подходит такая вода для молодых личинок. Однако без частой смены
в небольшом сосуде вода может загнить, что плохо отражается на ли-
чинках. В крупные искусственные водоемы необходимо вносить некоторое
количество погруженной водной растительности, хорошо очищающей
воду. Грунт аквариума может поддержать микробиоценоз, обеспечиваю-
щий успешное развитие потомства комаров.
5 Жизнь пресных воц, т. IV, ч. 2
66
И. А. ПЕТРИЩЕВА
При использовании для аквариумов речной воды, небогатой планк-
тоном, приходится периодически вносить корм для личинок. Летом та-
ковым являются специально собираемые планктонные организмы, а также
небольшие порции сильно измельченной водяной ваты. Желательна
периодическая аэрация воды через воздуходувку. При загнивании воды
значительная часть ее должна сливаться и заменяться свежей водой.
Зимой личинок можно кормить: заготовленными летом в сухом виде
нитчатыми водорослями, которые перед употреблением растираются
в порошок, перемолотыми в порошок сухими дафниями и циклопами;
порошком высушенного мяса, печени, свежими дрожжами, свежей пе-
ченью и мясом (тонко размолотыми мясорубкой), тонко нарезанными
кусочками свежего картофеля и другими питательными веществами
(фиг. 14).
КРАТКИЕ УКАЗАНИЯ О МЕТОДАХ ИЗУЧЕНИЯ МОКРЕЦОВ
В СССР насчитывается до 50 видов мокрецов. Среди других компо-
нентов гнуса они являются наименее изученной группой. Мокрецы имеют
очень широкое распространение в различных климатических и ланд-
шафтных зонах.
Размножаются они во влажной лесной подстилке, богатой органи-
ческими разлагающимися веществами, в гниющих пнях, дуплах и в не-
больших заболоченностях со стоячей или слабо проточной водой.
Яйца
Очень трудно найти яйца мокрецов во влажной гниющей подстилке
леса, в содержимом дупла, в гниющих стволах мертвых деревьев, в илистой
прибрежной части водоемов. Во всех этих случаях можно применить
отстаивание субстрата в насыщенном растворе поваренной соли. Не-
большие порции субстрата, подозреваемого в наличии кладок мокрецов,
заливают насыщенным раствором соли, несколько раз тщательно пере-
мешивают и оставляют на 20—30 мин. для отстаивания, после чего яйца
всплывают. Поверхностную пленку отстоявшейся жидкости небольшой
петлей переносят в каплю воды на предметное или часовое стекло и про-
сматривают под лупой. Вооружившись хорошей лупой или одев очки
с увеличительными стеклами (очки-лупа), осматривают поверхность
жидкости в самом сосуде. Можно также перенести поверхностную пленку
солевого раствора ложкой в белые кюветы, что значительно облегчает
нахождение яиц мокрецов. Иногда исследуемый субстрат содержит очень
много мелких растительных остатков, которые при всплывании на поверх-
ность насыщенного раствора сильно затрудняют работу. Чтобы осво-
бодить субстрат от мешающих примесей, его можно предварительно
промыть в воде. Всплывающую легкую муть удаляют марлевым сачком,
а промытый субстрат заливают насыщенным раствором соли.
Для установления мест выплода мокрецов можно также использовать
метод изоляции подозрительного субстрата в его естественных условиях
с помощью разнообразных садков (Петрищева, 1954). Наличие личиной
или окрыленных мокрецов в садках является прямым доказательством
выплода мокрецов в изучаемом субстрате. На поверхности небольших
мелководных заболоченностей в прибрежной части можно найти свежие
яйца мокрецов с помощью сачка или рукавички из светлой материи,
употребляемые для отыскания яиц комаров Anopheles (см. выше).
МЕТОДЫ ИЗУЧЕНИЯ КРОВОСОСУЩИХ НАСЕКОМЫХ
67
Собранные яйца мокрецов можно поместить в посуду с водой и наблю-
дать за их развитием. Для этой цели можно на берегу мелководного
водоема, обычного места размножения мокрецов, изолировать небольшие
лужи с яйцами мокрецов. Для изоляции можно воспользоваться сет-
чатыми садками, устанавливаемыми над подопытной лужей.
Личинки
Для сбора личинок мокрецов обследуют мелководные временные
лужи, канавы, каналы, заводи по берегам рек, ручьи, стоячие водоемы
в русле пересохших рек, каналов и другие мелководные водоемы.
Важным условием, определяющим возможное наличие личинок мок-
рецов, является близость крупных животных к местам возможного вы-
плода. Стада животных способствуют концентрации мокрецов в местах
водопоя, ночного отдыха и постоянных прогонов.
В глубоких водоемах личинки встречаются преимущественно в при-
брежной мелководной части. В жаркие дни, особенно в южных районах,
личинки мокрецов погружаются в ил. В районах с умеренным климатом
даже ранней весной и поздней осенью личинки также не всегда плавают
в толще воды. Поэтому непременным условием для обнаружения их
следует считать взмучивание воды с глубоким зачерпыванием ила. Это
лучше делать плоским сачком. После взмучивания воды личинки вскоре
появляются в ее толще или всплывают на поверхность. Узнать личинки
легко по их общему габитусу и движению: нитевидное, светлой окраски
тело личинки быстро и винтообразно как бы буравит толщу воды. Эти
движения тонкого тела настолько своеобразны, что позволяют быстро
выделять личинок мокрецов среди других обитателей водной среды.
Личинок подхватывают плоским сачком и смывают в посуду: эмали-
рованную или стеклянную небольшую кювету, чашку или широкогорлую
банку. Таким путем можно собрать нужное количество личинок для
фиксации 70°-м спиртом или для эксперимента. Взрослых личинок до-
вольно легко довести до окукливания и затем до окрыления в лаборатории.
На дно небольшого аквариума или обычной широкогорлой стеклянной
банки (размером от 0.5 до 5 л) кладут слой ила в 10—20 см, а затем осто-
рожно заливают водой из того же водоема, где собраны личинки. Сверху
аквариум завязывают мелкоячеистой кисеей, мельничным газом, тонким
батистом или маркизетом (не марлей, так как через нее легко выбираются
наружу окрыленные насекомые) или закрывают садком, обтянутым
кисеей. В таких простых условиях можно наблюдать за продолжитель-
ностью развития отдельных- фаз мокрецов. Посуду с личинками нельзя
ставить под прямые солнечные лучи, так как перегревание воды и ила
может привести к гибели весь живой материал.
Небольшие партии личинок мокрецов можно доводить до окукливания
и окрыления в небольшой посуде, даже в пробирках с более крупным
диаметром. Пищу личинки получают из ила и воды, взятых из их естест-
венных биотопов.
Куколки
Куколки мокрецов обычно встречаются приставшими к берегу во-
доема, к растительности, находящейся в самом водоеме или произрастаю-
щей на берегу у самой кромки воды. Они похожи на куколок комаров,
но значительно мельче их. Собранных куколок помещают на влажную
растительность, влажную вату в пробирки или широкогорлые баночки.
-} *
68
П. А. ПЕТРИЩЕВА
Окрыление хорошо осуществляется в искусственных условиях в без-
водной среде.
Принесенные с экскурсии куколки перемещаются в стаканы, не-
большие баночки или даже в пробирки с влажным песком или фильтро-
вальной бумагой. Посуда с куколками закрывается садками размером
15x15x15 см. От исследователя требуется обязательный просмотр со-
бранного материала не реже 1—2 раз в день. Вылетающих окрыленных
мокрецов помещают в сухие пробирки, затравляют серным эфиром и
раскладывают на ватные матрасики, снабжая этикеткой, где указываются
место сбора и дата. В дневнике за соответствующим порядковым номером
описывается характер биотопа, численность в нем личинок и условия
местности. В этих же садках возможна копуляция, которая обычно проис-
ходит в сумерки.
Сбор и содержание окрыленных мокрецов
Для сбора окрыленных мокрецов можно использовать многие способы,
применяемые для сбора комаров и мошек. Сбор мокрецов можно делать
одновременно с комарами, так как обе группы в большинстве случаев
имеют одни и те же дневные убежища, активны в сумеречные часы и в пас-
Фиг.
путем
15. Выявление дневок мокрецов
накрывания растительности сет-
чатым колпаком.
мурную погоду. Воздушным сач-
ком мокрецов можно ловить рано
утром, когда они еще не укрылись
в свои убежища и держатся во-
круг крупной добычи. Мокрецы
при кошении травы мнутся еще
больше, чем комары, и бывают
малопригодны для определения.
Однако кошение необходимо осо-
бенно для сбора самцов. Его луч-
ше производить вскоре после за-
хода солнца, когда мокрецы во
множестве садятся на цветущие
растения и вьются около крупных
животных. Перед наступлением
сумерек мокрецов довольно легко
изловить при кошении раститель-
ности вокруг заболоченных мест.
Наилучший для определения ма-
териал можно получить при сбо-
рах на скоте учетным колоколом Мончадского (1951) или во время
сбора на себе. Успешные сборы можно получить с помощью учетного
полога или садка при накрывании ими растительности, отдельных кочек,
обросших травой (на кочкарных заболоченностях), до начала вечерней
активности мокрецов (фиг. 15). Вылетающие из растительности насе-
комые размещаются в верхней части полога или ловушки.
Изоляция ловушками дупел деревьев, нор позволяет также иметь
интересные сборы, особенно в местностях с жарким климатом (например,
в Средней Азии), где мокрецы для дневного пребывания нередко избирают
закрытые убежища (норы, пещеры, глубокие скальные навесы, колодцы
и др.).
Для массовых сборов мокрецов можно использовать искусственный
свет. Мокрецы охотно летят на искусственный свет в помещениях. Если
освещенная комната была ночью открыта, то в нее залетает очень много
МЕТОДЫ ИЗУЧЕНИЯ КРОВОСОСУЩИХ НАСЕКОМЫХ
69
мокрецов. Утром они садятся на внутренние стекла оконных рам, где
легко поддаются вылавливанию. Еще в большем количестве мокрецы
летят на ультрафиолетовые лучи. Используя эту особенность в пове-
дении мокрецов, можно организовать их сбор различными световыми
ловушками (см. методы сбора комаров).
Уход за окрыленными мокрецами примерно такой же, как и за кома-
рами, находящимися в неволе. Основное требование для сохранения
жизнеспособности насекомых сводится к тому, чтобы по возможности
создать для них условия, близкие к естественным. Необходимо строго
соблюдать условия повышенной влажности, к недостатку которой мок-
рецы более требовательны, чем комары. Лучшие результаты можно по-
лучить при содержании садков в условиях постоянной естественной
влажности. Это достигается путем установок небольших эксперимен-
тальных засетченных домиков в постоянно заболоченных местах, где
выплаживаются и днюют мокрецы. Сетчатые садки с мокрецами днем
следует держать в затененном прохладном помещении, постоянно при-
крывая их влажной материей.
КРАТКИЕ УКАЗАНИЯ (^МЕТОДАХ ИЗУЧЕНИЯ МОШЕК
Мошки (Simuliidae или Melusinidae) имеют очень широкий ареал;
особо многочисленны они в северо-восточных районах СССР. Размно-
жаются в текучих водоемах. Медицинское и ветеринарное значение этой
группы кровососов огромно.
Обследованию подлежат разные типы текучих водоемов: крупные
реки и небольшие речки в равнинных местностях, лесные мелкие ручьи,
родпики самого разнообразного характера, все горные водоемы с той или
иной подвижностью воды, включая и небольшие родники, каналы (круп-
ные и мелкие) ирригационной системы, дренажные и сбросовые каналы,
канавы и т. п.
В разных районах, в водоемах различного характера одной и той же
Местности, в разные сезоны года фауна, численность и активность мошек
будут сильно отличаться. Поэтому всю работу необходимо построить
с широким охватом всех проточных вод своего района, с обязательным
учетом всех сезонных явлений в жизни изучаемых насекомых и в харак-
тере мест их размножения.
При обследовании необходимо указывать типы водоемов, их протя-
женность, высоту над уровнем моря, характер берегов и дна, степень
водоносности, скорость течения, температурный режим, загрязнение
и т. д. За контрольными водоемами наблюдения обязательны в течение
всего теплого сезона, а в незамерзающих водоемах — круглогодично.
Эти наблюдения позволят выявить основные даты заселения, сезонную
численность потомства мошек и сопоставить их с условиями самих во-
доемов. При изучении этих вопросов следует отмечать: время вскрытия,
половодий, замерзания, время и степень разливов рек, ручьев, родников
и т. д. Изучение фенологии мошек никак нельзя отрывать от разных
этапов в режиме самого водоема.
Сбор яиц
Лучшим временем для сбора яиц является период наиболее интенсив-
ной активности мошек.
Приподнимая крючком свисающие в воду стебли и листья прибрежной
растительности, омываемой быстрым током воды, довольно легко заметить
70
П. А. ПЕТРИЩЕВА
кучки яиц мошек. Срезанные части растений с яйцами фиксируют в 70°-м
спирте. Часть яиц можно оставить в изолированном виде на месте или
поместить в специальный садок с проточной водой и проследить их эмбрио-
нальное развитие до вылупления личинки. Необходимо установить дли-
тельность развития яйца при разных температурах воды, продолжитель-
ность сохранения жизнеспособности яиц при неблагоприятных условиях,
выживаемость яиц в массовых групповых яйцекладках, интенсивность
развития яйца на разных глубинах, при падении на дно водоемов, при
изменении уровня воды, и т. д.
Часть яиц, находящихся под наблюдением в изолированном виде
в их естественных биотопах, необходимо брать для исследования под
микроскопом через небольшие интервалы времени, чтобы проследить
постепенное развитие эмбриона. Следует также выяснить возможность
развития яиц в водоемах разной проточности, глубины и температуры.
Интересно выявить возможность зимования яиц разных видов в разных
климатических зонах.
Личинки
Личинок мошек можно собирать в течение всего теплого времени —
с мая по октябрь, а в более южных районах — с марта-апреля по ноябрь.
Личинок мошек можно найти и зимой в неза-
Фиг. 16. Приборы для до-
бывания растений с личин-
ками и куколками мошек
(Рубцов, 1954).
А — грабли из оцинкованного
железа для добывания материа-
ла из глубоких водоемов (два
тросика по бокам продолжают-
ся, соединяясь в один канатик);
Б —крючок на деревянном стер-
жне длиной около 2 м (показан
частично); В — «кошка» для
тралирования в глубоких ча-
стях водоема; Г — крючок для
небольших рек (деревянный
стержень показан частично).
мерзающих ручьях и родниках.
Для обследования водоемов на заселенность
потомством мошек необходимо избирать участки
наиболее быстрого течения. Особое внимание
надо обращать на перекаты, на водную и
околоводную растительность (злаки, осоки,
рдесты и пр.), омываемую быстротечным по-
током. Нередко листья растений почти сплошь
бывают покрыты сидящими на них личинками
мошек всех возрастов, принадлежащих ко
многим видам. Личинки, как и яйца мошек,
встречаются также на стеблях и листьях на-
земных растений, свисающих в воду или за-
топленных во время разливов, но только в ме-
стах быстрого течения.
В реках, речках и ручьях горных местно-
стей преимагинальные фазы развития мошек
следует искать на камнях и гальке.
Для сбора личинок в небольших речках и
ручьях можно обходиться без специальных
приборов. Камни и растительность можно из-
влекать из воды руками. При добывании ма-
териала из глубин и отдаленных от берега
участков можно пользоваться металлическими
граблями, крючками или «кошкой» (фиг. 16).
Срезанные или сорванные листья и стебли
растений кладут в ванночку, откуда и выби-
рают более крупных личинок. Личинок сна-
чала фиксируют в 96°-м спирте, а для сохра-
нения переносят в 70°-й спирт. Предварительная фиксация в крепком
спирте способствует выпячиванию ректальных придатков, что облегчает
определение (Рубцов,1954).
МЕТОДЫ ИЗУЧЕНИЯ КРОВОСОСУЩИХ НАСЕКОМЫХ
71'
Для изучения лучше брать зрелых личинок. Их узнают по темным
пятнам вдоль грудного отдела — просвечивающиеся через покровы ды-
хательные нити. Зрелые личинки имеют более темную окраску по срав-
нению с личинками младших возрастов.
Куколки
Куколок мошек собирают в тех же стациях, где встречаются личинки.
При сборах куколок следует сразу отделять от личинок. Их собирают
вместе с субстратом. Куколки хорошо сохраняются живыми на влажной
траве, на смоченной гигроскопической вате; их удобно собирать в большом
количестве для получения окрыленных особей. До выхода окрыленных
мошек куколок сохраняют в затененном месте, не допуская воздействия
прямых солнечных лучей. Посуду с куколками помещают в небольшой
марлевый садок, из которого легко выбрать окрылившихся насекомых.
Для более долгого сохранения окрыленных особей в живом виде в садки
подвешивают тампон, смоченный в сахарном сиропе, который охотно
пьют самцы и самки мошек.
В жизни водных фаз мошек следует установить: начало откладки
яиц, время массовых яйцекладок, появление первых личинок, куколок,
сроки развития отдельных фаз метаморфоза, миграции личинок, ис-
чезновение последних активных личинок, последнее окрыление, возмож-
ность зимования личинок у отдельных видов и прочие вопросы.
Сбор и содержание окрыленных мошек
Окрыленных мошек можно собирать вместе с комарами, используя
одни и те же методы. Орудиями сбора являются: воздушный сачок, живая
приманка (сбор на себе и на животных), разные типы ловушек, в том
числе и световая, учетный колокол Мончадского.
Экология взрослых мошек изучена сравнительно слабо. Необходимо
выяснить продолжительность жизни, количество отложенных яиц в те-
чение жизни, характер дневок, в какой фазе развития происходит зимо-
вание у разных видов, источники питания, дальность миграций, про-
должительность развития разных фаз метаморфоза и многие другие
вопросы. Очень важно изучить фенологию отдельных видов, имеющих
высокую численность, в первую очередь следует установить следующие
даты для изучаемого района: 1) появление первых окрыленных мошек,
2) сезонную численность и активность, 3) активность в пределах суток,
4) заметное падение численности и активности, 5) полное исчезновение
мошек в природе, 6) зимовку мошек, продолжительность зимнего пе-
риода у разных видов, места зимовок, в какой фазе протекает зимовка
у разных вйдов и т. д.
Экспериментальная работа по изучению мошек
Наблюдать развитие мошек в лабораторных условиях очень трудно,
так как они могут добывать пищу своими веерами («ситами») только при
очень быстром течении воды. Не исключена, однако, возможность создать
в искусственных водоемах как большую подвижность воды, так и высокую
степень насыщения ее кислородом. Легче это осуществить для некоторых
видов, которые могут жить при умеренных скоростях течения воды,
72
П. А. ПЕТРИЩЕВА
например для широконогой мошки, обитающей в водоемах при ско-
рости 0.1—0.3 м/сек. (Рубцов, 1954).
Для установления сроков развития мошек можно в водоеме изолиро-
вать часть растительности с яйцами, юными личинками и другими фазами
метаморфоза путем заключения ее в садки из металлического каркаса,
обтянутые мелкоячеистой сеткой или тюлем (фиг. 17).
Развитие мошек можно также проследить в специально приспособ-
ленных аквариумах, в которых поддерживается постоянная подвижность
воды путем беспрерывного накачивания через сифон из близлежащего
Фиг. 17. Садки из металлического каркаса, обтянутые металлическим мелко-
ячеистым газом, для изоляции растительности с преимагинальными фаза-
ми мошек.
естественного резервуара. Аквариум снабжается трубками, открытые
концы которых не доходят до верхних краев аквариума и служат для
стока излишней воды. В аквариуме размещают стеклянные материальные
банки, внутри которых подвешивают ветви растений с яйцекладками
мошек (Hartley, 1955).
Изучение миграций мошек можно осуществить с помощью учетных
площадок. Таковыми у И. А. Рубцова (1954) служили различные погру-
женные предметы (палки, камни, линейные листы растений) на опреде-
ленной площади и в различных местах водотока. На площадках необхо-
димы регулярные ежедневные наблюдения. Рубцов рекомендует осматри-
вать их утром и вечером. Для изучения миграций можно маркировать
радиоизотопами (Р32) колонии личинок и куколок (Jenkins, 1955). Метод
меченых атомов полезен и для изучения целого ряда других вопросов
биологии и экологии мошек. При изучений экологии мошек (их распре-
деления по станциям и биотопам, сезонной численности и активности,
поведения в течение суток и других сторон жизни) вполне приложимы
многие методы, оправдавшие себя при изучении комаров.
ЗАМЕЧАНИЯ ОБЩЕГО ПОРЯДКА
План
С самого начала организации работы по изучению видового состава,
распространения и экологии кровососущих насекомых необходимо со-
ставить подробный план обследования всех типов водоемов изучаемого
района с учетом различных сезонов года. Такой подход к работе не только
позволит выявить всю фауну, но также одновременно даст более полную
МЕТОДЫ ИЗУЧЕНИЯ КРОВОСОСУЩИХ НАСЕКОМЫХ
73
картину распределения отдельных представителей гнуса в различных
участках, отличающихся друг от друга своим рельефом, климатом, ха-
рактером растительности и прочими условиями.
При выявлении видового состава насекомых — переносчиков болезней
необходимы сборы из самых разнообразных биотопов, не взирая на то,
что в некоторых местах кровососущие насекомые редко встречаются.
Иногда бывает так, что при обилии комаров, мокрецов или мошек мы
имеем дело с 2—3 обычными видами из каждой группы, тогда как в местах
с разнообразием ландшафтов, климатов, микроклиматов, что особенно
часто наблюдается в горных районах, при сравнительно небольшой
численности кровососов имеется более разнообразный их видовой состав.
При сборах необходимо всегда ориентироваться на получение массового
материала. В местах обилия кровососов иногда за 1—2 вечерних часа
можно поймать несколько тысяч насекомых, но это далеко не означает
достаточности такого сбора для определения полноты фаунистического
состава гнуса. Среди обильного распространения немногих видов другие,
более редкие, виды могут встречаться в очень малом количестве, и, чтобы
не пропустить их, необходимы регулярные массовые сборы.
Так, например, в одном из пунктов Дальнего Востока при сборе
37 тыс. комаров, относящихся к 6 видам, Culex tritaeniorhynchus был
найден только в количестве 13 самок. Однако с этим фактом все же при-
ходится считаться, так как этот вид является переносчиком японского
энцефалита.
Проводить работу по выявлению видового состава комаров можно
в течение круглого года. Зимующих самок комаров находят в убежищах;
иногда неплохие результаты можно получить при осмотре паутины,
всевозможных углов в надворных помещениях для скота, а также между
оконными рамами в нежилых помещениях. Здесь часто находятся не
только комары, но также мокрецы и мошки.
Чтобы полней и в сжатый срок выявить видовой состав кровососущих
насекомых — переносчиков болезней в изучаемом районе, следует привдет
кать к этой работе как можно больше помощников из местного населения,
особенно из молодежи. Методика сбора и сохранения окрыленных насе-
комых и их личинок очень легко осваивается, поэтому привлеченная
к этому делу группа работников должна на практике пройти должную
подготовку. Часто бывает достаточно 4—5 экскурсий вместе с руководи-
телем для передачи основных навыков работы. В первую очередь необ-
ходимо привлекать к этой работе местный медицинский персонал. Умелый
подход к организации этой работы не только обеспечивает обильные
сборы, но позволяет также готовить местные кадры к продолжению на
местах научно-исследовательской работы.
Фенологические н а б л ю д;е н и я
. Фенологические наблюдения необходимо начинать с самого ранне-
весеннего периода, чтобы установить вылет перезимовавших насекомых.
Следует иметь в качестве контрольных пунктов различные типы зимовок,
в которых путем специальной подготовки надлежит заблаговременно
наладить регистрацию начала активности зимующих фаз. С наступлением
теплого .времени контрольные пункты осматривают ежедневно. Наблю-
дения за состоянием активности у насекомых сопровождаются измере-
ниями температуры и влажности окружающей среды. Для различных
контрольных зимовок необходимо установить начало и конец вылета.
74
II. А. ПЕТРИЩЕВА
Таблица 3
Совпадение фенологических дат из жизни малярийного комара и других
представителей животного и растительного мира
(из материалов С. И. Хомченко, Башкирская АССР)
Явления живой породы Среднее много- летнее число Число лет наблю- дений Амплитуда в днях между самой ран- ней и самой поздней датами
Начало вылета с зимовки
малярийного комара . . . 10 IV 12 21
Прилет первых коршунов . . 12 IV 7 14
Первая песня зяблика . . . Первая песня полевого жаво- 8 IV 8 18
ройка Первые личинки малярий- 7 IV 21 18
ного комара Прилет первых деревенских 11 V 12 25
ласточек 10 V 14 19
Первая песня соловья . . . 10 V 11 12
Первое кукование кукушки . Первые личинки малярий- 10 V 19 19
ного комара III возраста . Начало рассеивания созрев- 29 V 6 21
ших семян осины Начало цветения сирени 28 V 7 27
обыкновенной 27 V 24 30
Начало цветения рябины . . 30 V 20 34
Чтобы найти первые яйцекладки и первых личинок, необходимо
в теплые дни, примерно через 10—15 дней после установления первого
вылета насекомых с зимовок, а в северных районах даже несколько позд-
нее, осматривать как можно чаще мелководные, легко прогреваемые
водоемы. Иногда приходится брать десятки проб, чтобы установить на-
личие единичных личинок. В крупных водоемах обследуются мелко-
водные, защищенные от ветра, волнобоя и хорошо пригреваемые солн-
цем заводи.
Для комаров Aedes, зимующих в фазе яйца, фенологические наблю-
дения начинают с первым отрождением личинок. Для Anopheles bifur-
catus, A. pulcherrimus, зимующих в фазе личинки, ранней весной уста-
навливают наблюдения за активностью личинок.
Большое практическое значение имеет установление окрыления пер-
вой генерации. Юных самок определяют по состоянию их яичников, для чего
необходимы вскрытие, но также почти безошибочно их можно установить
по внешнему виду, с помощью хорошей лупы, при условии, что они умело
сохранялись и с их крыльев и тельца не могли слететь чешуйки. Обычно
перезимовавшая самка не имеет в полной сохранности своего чешуйча-
того украшения. Однако для малоопытных работников самым верным
признаком начала окрыления должно служить появление в природе
первых самцов, так как общеизвестно, что обычно в наших условиях
самцы не зимуют.
Первых самцов легко найти при кошении воздушным сачком расти-
тельных зарослей вокруг первых личиночных биотипов. Наряду с этим
МЕТОДЫ ИЗУЧЕНИЯ КРОВОСОСУЩИХ НАСЕКОМЫХ
75
необходимо в предвечерние часы перед закатом, во время заката или
вскоре после заката солнца наблюдать за возможным появлением сам-
цов комаров и мокрецов в воздухе над растительными зарослями в окру-
жении водоемов с первыми личинками и куколками.
Эти наблюдения следует проводить только в теплые тихие вечера.
Когда начинается массовое окрыление комаров, то самцов можно обна-
ружить по их звенящему пению.
В дальнейшем кровососущие насекомые в массе заселяют природные
или хозяйственные стации, и проведение различных наблюдений за ними
уже не требует настойчивых поисков их убежищ и личиночных биото-
пов. Однако тонкая наблюдательность не должна покидать исследова-
теля и в это время.
Как и в ранневесенний период, особой тщательности требует полевая
работа в осеннее время, когда заметно начинает падать активность и чи-
сленность переносчиков. Когда кровососущих насекомых в природе мало,
то и наблюдения вести за ними значительно сложнее, нередко их прихо-
дится отыскивать с трудом, чтобы установить последние весьма важные
даты окончания их жизнедеятельности.
В практику фенологических наблюдений за вредными насекомыми
желательно ввести попутный сбор аналогичных данных по некоторым
другим представителям животного и особенно растительного мира, так
как они часто совпадают с явлениями в жизни изучаемых нами крово-
сосущих насекомых (табл. 3).
Снаряжение экскурсии
При обследовании всякой новой местности почти невозможно прово-
дить отдельные экскурсии по сбору только личинок или только окрылен-
ных насекомых какой-то одной группы. В большинстве случаев одновре-
менно удается находить как личиночные биотопы, так и убежища окры-
ленных насекомых — комаров, мошек, мокрецов. Лишь впоследствии,
когда местность становится более известной, можно прибегать к экскур-
сиям с более определенными заданиями. Однако необходимо всегда быть
готовыми к совместному обследованию мест выплода и дневок разных
групп кровососущих насекомых, что позволяет более полно охватывать
разнообразные вопросы их экологии. Поэтому всякая экскурсия должна
обеспечиваться нужным снаряжением, позволяющим собрать материал
и в водоеме и в окружающих его дневных убежищах окрыленных кома-
ров, мошек, мокрецов.
Снаряжение однодневной экскурсии из расчета на 2 работников:
1) сачки водные разного размера — 4;
2) сачки воздушные — 2;
3) пробирки обычные — 100, обыкновенная вата;
4) стеклянные материальные банки для сбора личинок — 4—6;
5) психрометр Августа или Асмана — 1;
6) водные термометры — 6;
7) воздушные термометры — 2;
8) ручная лупа с увеличением в 5—15 раз;
9) марлевые садки для сохранения комаров в живом виде — 2—4;
10) вершевидные комароловки — 4;
И) морилки для комаров и небольшой флакончик серного эфира;
12) пинцеты, ножи — 2;
13) блокноты — 2, карандаши — 2;
76
П. А. ПЕТРИЩЕВА
14) Нож для обрезания ветвей растений с яйцами, личинками и ку-
колками мошек — 1;
15) ведерко —1.
Все мелкое снаряжение укладывают в походные сумки, приспособлен-
ные для ношения через плечо. Материальные банки устанавливают
в ведро из жести или в специально сшитый для них мешок в виде корот-
кого ведра из прочной толстой материи серого цвета размером: высота
25 см, диаметр 20—25 см. Небольшие пробы собирают в пробирки.
Для экскурсий, направляемых в лес, необходимо брать выкачиватець
воды из древесных дупел, а также мешочки из материи для сбора сухого
содержимого дупел. Для обследования морского побережья со скалистыми
станциями также следует брать приспособление (выкачиватель, длин-
ные, широкие пипетки) для взятия проб из глубоких малодоступных
трещин. Обязательной принадлежностью должен быть нож или метал-
лическая ложка для соскабливания яиц Aedes с камней и баночка для
их сохранения.
При обследовании искусственных резервуаров необходимо иметь
с собой водный сачок, а также и нож для соскабливания с их стенок яиц.
Для измерения площади водоемов, кубатуры дневок комаров следует
иметь при себе рулетку, также весьма желательны шагомер и ком-
пас.
Когда местность становится достаточно хорошо известной, то дальней-
шие исследования делаются более направленно, в связи с чем всякий раз
изменяется и снаряжение. Если, например, осуществляется вечерняя
поездка за окрыленными насекомыми в определенное место, то соответ-
ственно с этим основное снаряжение составляют воздушные сачки, комаро-
ловки и садки. При обследовании только определенных заболоченностей
для массового сбора личинок комаров и мокрецов или проточных вод
для сбора личинок мошек снаряжением являются водные садки, пробирки
и банки.
Более специфический характер носят зимние экскурсии по обследо-
ванию водоемов, для которых приходится предусматривать несколько
иное снаряжение:
1) пешня или топор для прорубания льда;
2) термометр;
3) материальные банки для личинок;
4) пробирки; >
5) пипетки, пинцет, лупа;
6) сачок или металлический ковшик с длинной рукояткой для сбора
личинок при взмучивании воды;
7) металлическое ведерко или матерчатый мешок для банок с про-
бами;
8) блокнот, карандаш.
Также более специальный характер носит снаряжение для количе-
ственного учета насекомых на контрольных пунктах. Если нужно произ-
вести учет окрыленных насекомых, то с собой берут учетный колокол
Мончадского, эксгаустер, психрометр, пробирки, серный эфир и т. д.,
что потребуется для сбора и последующего сохранения насекомых в жи-
вом или мертвом виде. При количественном учете личинок комаров или
мокрецов необходимо иметь при себе складывающийся квадратный метр,
состоящий из тонких деревянных реек, подвижно скрепленных между
собой, или веревку, шнур, которыми легко можно отметить квадратный
метр водной поверхности.
МЕТОДЫ ИЗУЧЕНИЯ КРОВОСОСУЩИХ НАСЕКОМЫХ
ЛИТЕРАТУРА
Аглинцев К. К. Основы дозиметрии ионизирующих излучений. Медгиз,
Л., 1954.
Беклемишев В. Н. Экология личинки Anopheles и характер распростра-
нения этого вида в Пермском Прикамье. Изв. Биолог, н.-иссл. инет, при Пермск.
унив., 3, 9, 1925.
Беклемишев В. Н. Экология малярийного комара. М., 1944.
Беклемишев В. Н. (ред.). Учебник медицинской энтомологии, 1. М., 1949.
Беклемишев В. Н. Водный фактор в малярии. Жизнь пресных вод СССР,
III, Изд. АН СССР, 1950.
Бочкарев В. В., И. Б. Кейрим-Маркус, М. А. Львоваи
Я. И. Пруслин. Измерение активности источников бета- и гамма-излучений.
Изд. АН СССР, 1953.
Б о г у ш П. П. Применение световых самоловок как метод изучения динамики
численности насекомых. Энтомолог, обозр., XXXI, 3—4, 1951.
Б р е е в К. А. О применении ловушек ультрафиолетового света для определения
видового состава и численности популяции комаров. Тез. докл. IX совещ. по парази-
толог. пробл. АН СССР, Зоолог, инет., 1957.
Векслер В. И., Л. В. Грошев и Б. М. Исаев. Ионизационные
методы исследования излучений. Гостехиздат, М., 1950.
Ж а д и н В. И., Н. П. Ильинская, А. Н.СветовидовиА. С. Тро-
га и н. Задачи и методы маркировки насекомых и рыб радиоактивными изотопами.
Научная сессия, посвященная достижениям и задачам Советской биофизики в сельском
хозяйстве. Тезисы докладов. Изд. АН СССР, 1953.
Ильинская Н. Б. и А. С. Трошин. Маркировка мух и комаров при
помощи радиоактивного фосфора. Зоолог, журн., 33, 4, 1954.
Катанская В. М. Методика исследования высшей водной растительности.
Жизнь пресных вод, IV, ч. I, Изд. АН СССР, 1956.
Кузин А. М. Меченые атомы в исследованиях по сельскому хозяйству. Изд.
АН СССР, 1954.
КурсановА. Л. Значение изотопов и других новейших методов исследования
в биологии для решения вопросов сельского хозяйства. Изв. АН СССР, сер. биолог.,
1, 1954.
Латышев Н. И, и А. П. Крюкова. Опыты определения дальности по-
лета москитов (Phlebotomus) в условиях освоенной песчаной пустыни. Зоолог, журн.,
20, 3, 1946.
Мазохин-Поршняков Г. А. Спектральная чувствительность шмелей.
Докл. АН СССР, XCVI, 1, 1955.
Мазохин-Порошняков Г. А. Ночной лов насекомых на свет ртутной
лампы и перспективы использования его в прикладной энтомологии. Зоолог, журн.,
32, 2, 1956.
Мончадский А. С. Летающие кровососущие двукрылые — гнус. Зоолог,
инет. АН СССР, 1951.
МошковскийШ. Д. и В. Д. Носина. Окрашивание москитов (Phle-
botomus) как метод изучения некоторых сторон их биологии и экологии. Мед.
паразитолог, и паразит, болезни, 2, 6, 1938.
Павловский Е. Н., А. В. Гуцевич и П. П. Перфильев. Опыт
профилактики лихорадки папатачи. Тр. Воен.-мед. акад. РККА, 8, 1937.
Петрищева П. А. К биологии Ап. bifurcatus в Туркмении. Паразитолог,
сб. Зоолог, инет. АН СССР, IV, 1934а.
Петрищева П. А. К фауне и биологии Culicidae Каракалинского района.
Тр. Совета по изуч. производит, сил АН СССР, сер. Туркменск., 6, 19346.
Петрищева П. А. Фауна, экология и биология Culicidae Туркмении.
Паразитолог, сб. Зоолог, инет. АН СССР, IV, 1936а.
Петрищева П. А. К фауне и распространению Culicidae южного Таджики-
стана. Тр. Таджикист. базы АН СССР, 6, 19366.
Петрищева П. А. Некоторые кровососущие песчаной пустыни Кара-Кума.
Сб. «Патогенные животные», изд. Всесоюзн. инет, экспер. мед. им. А. М. Горького,
М„ 1936b.
Петрищева П. A. Culicidae Киргизии и некоторые предпосылки к эпидемио-
логии малярии в Чуйской долине. Сб. «Вопросы краевой паразитологии», III, 1939.
Петрищева П. А. О переносчиках японского энцефалита, сроках и харак-
тере противоэпидемических мероприятий на сенокосном угодье. Сб. научи, работ,
посвящ. 60-тилетию акад. Е. Н. Павловского, 1946.
78
П. А. ПЕТРИЩЕВА
Петрищева П. А. Профилактика осенней формы японского энцефалита
в южном Приморье. Сб. «Паразитология Дальнего Востока», 1, 1947а.
Петрищева П. А. О кровососущих комарах Приморья. Сб. «Паразитология
Дальнего Востока», 1, 19476.
Петрищева П. А. О миграциях москитов (Phlebotomus). Сб. «Вопросы крае-
вой, общей и экспериментальной паразитологии», 4, М., 1949.
Петрищева П. А. Пресноводные местообитания личинок комаров — пере-
носчиков вирусных болезней человека. Жизнь пресных вод СССР, III, Изд. АН СССР.
1950.
Петрищева П. А. Кровососущие насекомые и клещи в Кара-Кумах и их
медицинское значение при освоении пустынь. Зоолог, журн., 33, 2, 1954.
Р о д и н а А. Г. и А. С. Т р о ш и н. Применение меченых атомов в изучении
питания водных животных. Докл. АН СССР, 98, 2, 1954а.
Р о д и н а А. Г. и А. С. Т р о ш и н. Путь фосфора, вносимого в прудовую воду
с растительным удобрением. Докл. АН СССР, 98, 4, 19546.
РозитВ. А. и Д. И. Бибиков. О связи комаров с птицами во время гнез-
дования. Врпр. краев, общ. и экспер. паразитологии, 8, 1953.
Р у б ц о в И. А. Мошки Европейской части СССР и меры борьбы с ними. Изд.
АН СССР, 1954.
ТрошинА. С. Метод радиоактивных индикаторов и его применение в гидро-
биологии. Жизнь пресных вод СССР, IV, ч. 1, Изд. АН СССР, 1956.
Шура-Бура Б. Л. Радиологические методы исследования в энтомологии.
Тез. докл. IX совещ. по паразитолог, пробл. АН СССР, Зоолог, инет., 1957.
Bruce-Chwatt Leonard J. Radioisotopes for research and control of mos-
quitos. Bull. Organis. mond sante, 15, 3—4—5, 1956.
FrostS. W. Reponse of insects to black and white light. J. Econ. Entomol., 46.
2, 1954.
FrostS. W. Reponse of insects to black and white light. J. Econ. Entomol., 47,
2, 1955.
G 1 i c k P. A., J. P. Hollingsworth. Reponse of the Pink Bollworm moth
to certain ultraviolet and visible radiation. J. Econ. Entomol., 47, 1, 1954.
Hartley C. F. Reading simuliids in the laboratory from eggs to adults. Proc.
Helminthol. Soc. Wash., 2, 1955.
Hellen W. Hymenopterenfang an Licht, Notulae entomol., 33, 3—4, 1953.
J enkins D. W. Utilisation of nuclear energy in public health problems on the
epidemiology of comminicable diseases. Материалы международной конференции по
мирному использованию атомной энергии. Женева, 28, VI 1955.
М е г k е г Е. Die Fluoreszenz in Insektenauge, die Fluoreszenz, des Chitins der
Insekten und seine Durchlassigkeit fur ultraviolettes Licht, Zool. Jb., Abt. f. Zool. u.
Physiol, 46, i, 1929.
Глава 46
МЕТОДЫ ИЗУЧЕНИЯ ГАЗООБМЕНА РЫБ И ВОДНЫХ
БЕСПОЗВОНОЧНЫХ
Е. А. ВЕСЕЛОВ
введение
Дыхание — одна из главных жизненных функций; это основная
форма диссимиляции в живом мире. В процессе дыхания освобождается
энергия, необходимая для всех других жизненных функций.
Мичуринский подход к явлениям природы характеризуется актив-
ным вмешательством в эволюционный процесс, целеустремленной пере-
делкой наследственной природы организмов в интересах человека.
Изменение наследственной природы организма под влиянием тех или иных
условий внешней среды всегда осуществляется через обмен веществ, пу-
тем изменения типа обмена. В связи с этим изучение дыхания водных
организмов как одного из важнейших показателей обмена веществ при-
обретает исключительное практическое и теоретическое значение.
Дыхание — весьма сложная функция, которая по мере эволюции
животных обслуживается все большим и большим числом приспособле-
ний. У рыб и большинства многоклеточных водных беспозвоночных
имеются три фазы дыхания.
Первым (и в то же время последним) этапом является внешний
газообмен между организмом и окружающей средой, т. е. восприятие
из внешней среды кислорода и отдача во внешнюю среду одного из про-
дуктов дыхания — углекислого газа. Эта функция осуществляется или
всей поверхностью тела, или более или менее дифференцированными ор-
ганами дыхания.
Второй этап — транспорт газов, осуществляемый внутренней средой
(кровью,.лимфой, гемолимфой, гидролимфой). Кислород, абсорбирован-
ный органами дыхания или поверхностью тела, доставляется ко всем клет-
кам и тканям, а углекислый газ из клеток и тканей переносится к дыха-
тельным поверхностям, через которые он выделяется во внешнюю среду.
Третья фаза дыхательного процесса — самая основная; она состав-
ляет основу дыхательного процесса и происходит в живом веществе кле-
ток и тканей. Это так называемое внутриклеточное или тканевое дыха-
ние. Суть его состоит в глубоком расщеплении органических веществ,
с затратой кислорода и образованием углекислого газа и других про-
стейших продуктов десмолиза, с освобождением энергии, используемой
организмом для различных жизненных процессов.
Эта общая для большинства животных схема дыхательного процесса
у некоторых пресноводных организмов усложняется приобретенной ими
80
Е. А. ВЕСЕЛОВ
способностью существовать более или менее длительное время в анаэ-
робных условиях. В этот период организм получает энергию, необходи-
мую для своей жизнедеятельности, благодаря идущим в его тканях био-
химическим процессам, аналогичным брожению, которое является част-
ным случаем дыхания.
Адаптивная и ароморфная эволюция всех трех этапов процесса дыха-
ния у водных животных представляет глубокий теоретический и практи-
ческий интерес; накопление фактического материала в этой области
весьма необходимо.
Для решения многих гидробиологических, ихтиологических и рыбо-
хозяйственных вопросов наибольшее значение имеет внешнее дыхание —
газообмен между организмом и внешней средой. Он выражается в потре-
блении кислорода организмом и в отдаче углекислоты во внешнюю среду.
Интенсивность газообмена у водных животных зависит не только от
систематического положения и высоты организации, но и от экологиче-
ских особенностей данного вида. Она значительно колеблется у одного
и того же вида, у одного и того же экземпляра, под влиянием различных
биологических и абиотических факторов. Это обстоятельство следует
постоянно иметь в виду, кроме того, следует тщательно учитывать все
особенности, характеризующие объект исследования, условия, в которых
он находился до исследования и в момент определения газообмена.
К числу биологических и физиологических фактов, влияющих на
характер газообмена и его интенсивность, относятся: 1) возраст организма;
2) размеры и вес; 3) степень половой зрелости и состояние половых про-
дуктов; 4) интенсивность питания перед опытом и в процессе самого опыта;
5) подвижность подопытных объектов; 6) время года; 7) время суток.
Большое значение имеет степень скученности подопытных животных
в аквариуме, в котором они содержались перед опытом, и количество
экземпляров, посаженных в респиратор. Это связано с тем, что общая
активность и подвижность изменяются в зависимости от степени ску-
ченности, как это доказано на опытах с золотыми рыбками (Schuett,
1933).
Из абиотических фактов наибольшее влияние оказывают: 1) газовый
режим (парциальное давление О2 и СО2 в воде); 2) температура, 3) актив-
ная реакция (pH) внешней среды; 4) осмотические и солевые условия
(А и соленость) внешней среды; 5) химический состав воды (особенно —
наличие в воде ядовитых веществ и различного рода загрязнителей,
попадающих в водоем с промышленными и коммунальными сточными
водами); 6) степень проточности воды; 7) различные другие факторы, ко-
торые могут влиять на газообмен благодаря воздействию на органы чувств
и центральную нервную систему (шум, изменение освещения, сотрясе-
ние респиратора, и т. д.).
При опытах по изучению газообмена водных животных необходимо
принимать во внимание те экологические условия, из которых взяты
подопытные объекты, так как сплошь и рядом экземпляры одного и того же
вида из разных водоемов или из разных стаций одного и того же во-
водоема заметно отличаются по уровню газообмена.
Без учета перечисленных факторов экспериментальные данные по
газообмену водных животных теряют свою ценность.
В доказательство изменчивости газообмена водных животных, в за-
висимости от различных условий, достаточно указать, например, что
у мальков линя суточные колебания между максимумом и минимумом
дыхания достигают 250% (Поляков, 1937).
ГАЗООБМЕН У РЫБ И ВОДНЫХ БЕСПОЗВОНОЧНЫХ
81
Из сказанного ясно, что монографическое изучение газообмена какого-
либо одного вида, с учетом влияния на газообмен различных условий
внешней среды, представляет собой большую и трудоемкую работу. Для
получения сравнимых результатов необходимо, изучая влияние на га-
зообмен одного какого-либо фактора (например, возраста или пола),
исключать действие других факторов; все опыты проводить в тождествен-
ных условиях (при одинаковой температуре, однородном газовом режиме,
одинаковом pH, химическом составе воды, при тождественных условиях
питания, в одно и то же время суток, и т. д.).
Выяснив значение одного фактора, можно
переходить к другому. В каждой серии опытов
должен варьировать только один фактор; все
другие условия должны быть совершенно оди-
наковыми.
При экспериментах в измененных условиях,
отличающихся от тех, в которых исследуемые
объекты жили до опыта, следует помнить, что
определенный уровень газообмена, соответствую-
щий новым условиям, устанавливается не сразу.
Необходим известный период адаптации, дли-
тельность которого зависит от ряда причин, в част-
ности от размеров животных и от того, насколь-
ко резкое изменением условий произошло. Для
крупных рыб, например, период, необходимый
для установления равновесия, больше, чем для
мелких.
Приведем пример. Экспериментатору необхо-
димо определить интенсивность газообмена мо-
лоди окуня при 0, 5, 10,15 и 20°. Можно решать
эту задачу двумя способами. Первый состоит в том,
что одних и тех же мальков выдерживают в раз-
личных температурных условиях, начиная с 0° и
постепенно повышая температуру до 20° (ил
с 20° и постепенно переходя к 0°), исследуя при этом уровень газооб-
мена. Второй способ состоит в том, что рыбок одинакового размера и
возраста разбивают на группы, которые помещают в разные температур-
ные условия. Правильнее в целях самопроверки применить и тот и дру-
гой методы. Каждый раз, переводя рыб в новые условия, необходимо
выдерживать их от 1 до 3 суток в воде с измененной температурой, чтобы
газообмен рыб установился на том уровне, который соответствует дан-
ной температуре.
Фиг. 1 поясняет это положение на другом примере. Из графика видно,
что интенсивность дыхания карасей, перенесенных из пресной воды
в солевые растворы различной концентрации, устанавливается на более или
менее неизменном уровне только через 10—15 часов после начала опыта.
. Длительность периода первичной адаптации лучше всего в каждом
отдельном случае определить экспериментальным путем.
Пищевой фактор при опытах по газообмену желательно полностью
исключать, если не имеется в виду специальное исследование по изуче-
нию действия этого фактора. Подопытные объекты не следует кормить
не только в период самого опыта, но и за 1—2 суток до опыта.
Методы изучения газообмена водных животных разнообразны. Их
можно разделить на три группы в зависимости от способа количествен-
6 Жизнь пресных вод, т. IV, ч. 2
Фиг. 1. Изменение интен-
сивности потребления
кислорода карасями (в
мг О 2 на 1 г живого веса
в час) после пересадки
рыб из пресной воды в
эквилибрированные со-
левые растворы. (По Ве-
селову, 1949).
I — S%„ 7.8 (4 — 0.47°); 2 —
S%„ 15.6 (4 — 0.95°).
наоборот, начиная
82
Е. А. ВЕСЕЛОВ
лого определения кислорода и углекислого газа: 1) методы с примене-
нием объемного (титровального) анализа, 2) методы с применением га-
зового анализа, 3) манометрические методы. Аппаратура, употребля-
емая при разных методах, различна, однако во всех случаях централь-
ной частью любого прибора или установки для изучения газообмена
является респиратор. Это герметически закрытый сосуд, форма и размеры
которого изменяются в зависимости от объектов исследования и приме-
няемой методики.
Какого-либо универсального метода, пригодного для любых объек-
тов, разумеется, не существует. Выбор методики зависит от размеров
и биологических особенностей объекта и от условий и задач исследования.
Эколого-физиологические особенности водных животных различных
систематических и экологических групп настолько разнообразны, усло-
вия и задачи экспериментального изучения этих особенностей так раз-
личны, что слепое следование какой-либо рецептуре немыслимо. В каж-
дом отдельном случае необходимо сознательно и обоснованно выбирать
ту или иную методику и творчески варьировать ее, в зависимости от кон-
кретных обстоятельств.
Ниже мы рассматриваем наиболее употребительные при изучении
водных животных методы с применением объемного анализа и мано-
метрического принципа, подробно останавливаясь на принципах мето-
дов.
У рыб исследование газообмена включает в себя, помимо определе-
ния потребления О2 и выделения СО2, изучение дыхательных движений
жаберных крышек. G этого мы и начнем.
МЕТОДИКА ИЗУЧЕНИЯ ДЫХАТЕЛЬНОГО РИТМА РЫБ
Определение интенсивности дыхательных движений
Определение интенсивности дыхательных движений в некоторых
случаях имеет самостоятельное значение и производится независимо
от определения интенсивности потребления кислорода и выделения угле-
кислоты. В таком случае дыхательный ритм можно определять непосред-
ственно в тех аквариальных сосудах, в которых находятся подопытные
рыбы, если их содержат в условиях, соответствующих задачам экспери-
мента.
Еще больший интерес представляет изучение дыхательного ритма,
проводимое параллельно с определением интенсивности потребления
02 и выделения СО2. В таких случаях изучение дыхательного ритма
производится в респираторе.
Дыхательный ритм рыб (7?) принято выражать количеством дыха-
тельных движений жаберных крышек, которое рыба делает в течение
1 мин. За одно дыхательное движение принимается полный цикл движе-
ний жаберной крышки, включающий открывание и закрывание жабер-
ных щелей. Следует взять за правило вести просчет по какому-либо
одному моменту этого цикла, например, по открыванию жаберной крышки.
Непосредственное определение количества дыхательных движений
в 1 мин. (7?) производить неудобно; для этого пришлось бы одновременно
-следить за дыхательными движениями рыбы и за секундной стрелкой.
Поэтому целесообразнее засекать по секундомеру время (t) в секундах,
2
Фиг. 2. Клавишный счет-
чик.
1 — клавиш; 2 — циферблат;
з — рукоятка для гашения
итога (для сбрасывания пока-
заний счетчика).
Фиг. 3. Кимограф.
1 — штатив; 2 — ба-
рабан; 3 — диск; 4—
часовой механизм;
5 — регулятор вра-
щения; 6—винт,слу-
жащий ножкой при
горизонтальной уста-
новке штатива.
II
Фиг. 4. Электромагнитный
отметчик.
1 — обмотка магнита; 2 — вин-
ты, регулирующие расстояние
от якоря до электромагнита;
з — перо (писчик).
Фиг. 5. Схема установки для записи дыха-
тельных движений.
1 — барабан кимографа с закопченной лентой; г —
хронограф . для отметки времени; з — электромаг-
нитный отметчик для записи числа дыхательных
движений; 4 — источник тока ,(батарея или аккуму-: .
лятор); 5 — ключ для замыкания тока.
6*
84
Е. А. ВЕСЕЛОВ
в течение которого рыба делает 100 дыхательных движений, а затем вы-
числить величину R:
п 100 • 60
Для отсчета необходимо выбирать моменты, когда рыба стоит более
или менее неподвижно. Дыхательный ритм рыб неровен, поэтому каждое
определение необходимо повторять по крайней мере 4 раза и взять сред-
нюю.
Счет дыхательных движений значительно облегчается применением
клавишного счетчика (фиг. 2). Наблюдатель засекает по секундомеру
начало отсчета и при каждом движении жаберных крышек нажимает
указательным пальцем правой руки
клавиши счетчика, который авто-
матически регистрирует число на-
жимов. Через некоторый произволь-
ный промежуток времени (прибли-
зительно 2—4 мин.) отсчет прекра-
щается, в этот момент наблюдатель
останавливает секундомер. Вычисле-
ние производится по формуле:
,, п • 60
Фиг. 6. Хронограф для отметки времени
на барабане кимографа.
где п — количество сосчитанных дыхательных движений (показание кла-
вишного счетчика), t — время в секундах, в течение которого произво-
дился отсчет (показания секундомера).
Более усложненный, полуавтоматический способ отсчета связан с при-
менением кимографа (фиг. 3). На закопченной бумаге, обтягивающей
барабан кимографа, дыхательные движения записываются электромаг-
нитным отметчиком (фиг. 4), который приводят в действие нажимом ключа.
Схема установки дана на фиг. 5. Наблюдатель, следя за дыхательными
движениями, нажимает в такт этим движениям ключ, замыкающий ток,
проходящий через обмотку магнита электромагнитного отметчика. Пи-
шущее острие отметчика в момент замыкания тока делает вертикальную
черту на закопченной бумаге, обтягивающей движущийся барабан ки-
мографа. На штативе рядом с электромагнитным отметчиком укреплен
хронограф Жакэ с часовым механизмом (фиг. 6); он своим писчиком от-
мечает на бумаге кимографа время в секундах. При массовых определе-
ниях дыхательного ритма этот способ значительно сберегает время.
Изучение механизма дыхательных движений
Для изучения механизма дыхательных движений применяется авто-
матическая запись. Для этого используются различные приспособления
для регистрации дыхательных движений путем воздушной передачи.
Прибор, употребляемый для этой цели, состоит из двух частей: воспри-
нимающей и пишущей. Пишущим приспособлением может служить реги-
стрирующая капсула Марея (фиг. 7). Она состоит из плоской металли-
ческой тарелочки и тонкой металлической трубочки, которая резиновой
трубкой соединяется с воспринимающей частью аппарата. Тарелочка
п’окрыта туго натянутой эластичной каучуковой перепонкой, к которой
прилегает алюминиевая пластинка, соединенная с пишущим рычаж-
ГАЗООБМЕН У РЫБ И ВОДНЫХ БЕСПОЗВОНОЧНЫХ
85
ком. При колебаниях каучуковой перепонки приходит в движение и пи-
шущий рычажок.
Другая часть аппарата, предназначенная для восприятия дыхатель-
ных движений, состоит из регистрирующего каучукового баллончика
или из металлической тарелочки, обтянутой каучуковой перепонкой.
Бэр и Реньяр (Bert, 1870; Regnard, 1891) еще в прошлом веке исполь-
зовали этот метод для графической регистрации дыхательных движений
Фиг. 7. Регистрирующая капсула Марея для записи дыхатель-
ных движений.
1 — металлическая тарелочка; 2 — металлическая трубочка для соеди-
нения капсулы (с помощью резиновой трубки) с воспринимающей частью
установки; з — каучуковая перепонка; i — алюминиевая пластинка;
5 — пишущий рычаг.
губ, глотки и жаберных крышек рыб. Они вводили в рот, в глотку и под
жаберные крышки небольшие ампулы, соединенные с регистрирующей
аппаратурой, и получили пневмограмму от жаберной крышки. Н. О. Бело-
усов (1900) нашел, что баллон под жаберной крышкой мешает нормаль-
ной работе органов дыхания. ___„
Он приспособил ампулу сна- .
ружи жаберной крышки, при г
помощи «циркульного» там-
бурчика, и получил пневмо-
граммы на барабане кимо-
графа от окуня, линя и ка-
рася (фиг. 8).
При графической реги-
страции жаберных движений
необходима неподвижная
фиксация подопытной рыбы
в аквариуме. Белоусов (1900)
Фиг. 8. Пневмограмма карася. Температура
воды 18.9° С. Скорость пишущей поверхности
6 см в 1 мин.
1 — дыхание в воде без кислорода; 2 — дыхание в во-
де, насыщенной кислородом.
предложил для этой цели решетчатую кассету (фиг. 9). Неудобство
этого прибора в том, что каждый раз нужно подбирать подопытную
рыбу такого размера, который соответствовал бы кассете.
Вестерлунд (Westerlund, 1906) сконструировал специальный металли-
ческий штатив с зажимами для неподвижного закрепления рыбы в аква-
риуме (фиг. 10). Многие исследователи используют для этой цели метал-
лический обруч; Иордан (1934) предложил применять форму из пласте-
лина. Подобные приспособления часто употребляются и для укрепления
рыбы в респираторах, чтобы избежать влияния на газообмен свободной
подвижности рыбы.
Мы убедились, что всевозможные металлические обручи из негиб-
кого материала (латуни и т. п.) неудобны, так как грубо сдавливают
тело рыбы и это является дополнительным раздражителем, изменяющим
газообмен. Кроме того, подопытных рыб приходится подбирать в точном
соответствии с размерами обручей штатива.
Фиг. 9. Установка для изучения дыхательных дви-
жений рыбы. (По Белоусову).
Фиг. 10. Штатив для укрепления рыбы в не-
подвижном положении при изучении дыхатель-
ных движений. (По Вестерлунду).
1,2 — парные пружины для укрепления рыбы в непо-
движном положении (на рисунке изображены только
правые пружины каждой пары); 3 — нить к самописцу.
7
Фиг. И. Универсальный штатив для укрепления
рыбы при изучении дыхательных движений.
1—3 — три пары Гибких стальных полосок для плотного
обхватывания тела рыбы; t — винтовой химический за-
жим,(на каждой паре стальных полосок имеется по два
таких зажима); 5,6 — две металлические рамки с бол-
тиками для закрепления стальных полосок; 7 — метал-
лическая рамка сверху (в разрезе); 8 — планка для за-
крепления всей установки в лапке химического штатива.
ГАЗООБМЕН У РЫБ И ВОДНЫХ БЕСПОЗВОНОЧНЫХ
87
Применение пластелина тоже может привести к значительным иска-
жениям. Мы не гарантированы от того, что некоторые составные части
пластелина будут переходить в раствор и изменять газообмен в резуль-
тате раздражающего действия на кожу и жаберный аппарат.
На фиг. И изображен сконструированный нами штатив с тремя гиб-
кими стальными обручами. Каждый обруч состоит из двух стальных
лент. Лучше всего использовать для этого
разрезанную на куски ленту стальной рулетки.
Размеры штатива зависят от величины рыб,
с которыми приходится экспериментировать,
однако один и тот же штатив позволяет варь-
ировать выбор объектов в довольно широких
пределах.
Штатив делается из железа или латуни и
покрывается асфальтовым лаком. Винты и от-
верстия для них смазываются минеральным
маслом для предохранения от окисления.
Верхняя и нижняя горизонтальные пленки
штатива имеют сбоку по одной прижимной
Фиг. 13. Кимограф с удлинителем.
Фиг. 12. Регистри-
рующее приспособле-
ние для изучения
дыхательных движе-
ний.
1 — каучуковый баллон-
чик; 2 — каучуковая
пробка; 3 — трубка, ве-
дущая к записывающему
приспособлению.
планке с прижимными винтами. Они слу-
жат для закрепления стальных пласти-
нок обручей. Благодаря этому приспо-
соблению можно изменять положение
обручей по отношению друг к другу,
изменять диаметр каждого обруча, в зави-
симости от размеров и формы тела рыбы.
Между телом рыбы и обручем помещают, в качестве прокладки, по-
лоску мягкой губчатой резины. Каждый обруч поджимается ближе к телу
рыбы парой обычных лабораторных винтовых зажимов.
Когда рыба закреплена, поблизости от жаберной крышки, на про-
дольной перекладине штатива укрепляется эластичный каучуковый
баллон (фиг. 12) таким образом, чтобы жаберная крышка при открыва-
нии жаберного отверстия надавливала на баллон. При работе с мелкими
рыбами (до 1 кг) можно использовать для изготовления регистрирующего
приспособления доброкачественные каучуковые баллоны для пипеток
или автоматических ручек.
Перед опытом цилиндр кимографа туго обтягивается глазированной
бумагой. Бумагу закапчивают на керосиновой лампе с плоским фитилем.
Если запись нужно удлинить, берут полоску бумаги 1—1.5 м длиной и
склеивают оба конца. Один конец этой бесконечной ленты одевается
на цилиндр кимографа, другой — на свободно вращающийся цилиндр,
укрепленный на тяжелом штативе (фиг. 13). Скорость движения цилиндра
88
Е. А. ВЕСЕЛОВ
кимографа регулируется в зависимости от частоты дыхательных движе-
ний рыбы.
Если пневмограмму необходимо сохранить, ее фиксируют. Полоску
закопченной бумаги кладут (белой стороной книзу) в ванночку со спир-
товым раствором шеллака.
Рецепт приготовления раствора таков: 25 г. шеллака растворить
в 500 мл 96° спирта и добавить 2 г касторового масла. Смесь нагревается
на водяной бане до полного растворения шеллака. После охлаждения —
фиксируется. Касторовое масло добавляется для того, чтобы бумага после
фиксации не была ломкой.
В крайнем случае можно применять для фиксации продажный бес-
цветный спиртовый лак.
МЕТОДЫ ИЗУЧЕНИЯ ГАЗООБМЕНА С ПРИМЕНЕНИЕМ ОБЪЕМНОГО
(ТИТРОВАЛЬНОГО) АНАЛИЗА
Определение интенсивности потребления кислорода и выделения
углекислоты
Общие принципы, аппаратура и техника
эксперимен та
Пробу воды, применяемой для опыта, анализируют на содержание
углекислого газа и растворенного кислорода методами титровального
анализа. Подопытных животных помещают в точно определенный объем,
этой воды, защищенной от соприкосновения с атмосферным воздухом.
Герметичность необходима для того, чтобы результат опыта не иска-
жался диффузией газов из воды в атмосферу и из атмосферного воздуха
в воду. Через определенный промежуток времени снова берут пробу
воды для анализа. Зная объем воды, в котором находились подопытные
животные, легко вычислить на основании первого и.второго анализов
общее количество кислорода и увеличение количества углекислого газа
в течение того периода, пока длился опыт.
Потребление кислорода и выделение углекислого газа принято выра-
жать для мелких беспозвоночных и небольших рыб (весом до 500 г) в мил-
лиграммах живого веса в 1 час на 1 г. Для более крупных объектов за-
трата Оа и выделение СО2 выражают в миллиграммах на 1 кг живого веса.
в час.
В наиболее простых случаях определение производится в непроточ-
ных условиях, в одном и том же объеме воды, заполняющей герметиче-
ски закрытый респираторный сосуд. Более сложные условия эксперимента
включают элемент проточности. Выбор метода в каждом отдельном слу-
чае зависит от многих причин: от экологических и физиологических осо-
бенностей объекта (в каких водах он обычно обитает — в стоячих или
текучих, какова его подвижность и т. д.), от задач исследования и, на-
конец, от технических возможностей.
Опыты в непроточных условиях
Простейшие респираторы. Наиболее обычным прие-
мом несложного определения газообмена, наиболее широко распростра-
ненного среди гидробиологов и ихтиологов, является применение в каче®
ГАЗООБМЕН У РЫБ И ВОДНЫХ БЕСПОЗВОНОЧНЫХ
89
стве респиратора различного рода склянок с притертыми пробками
(Строганов, 1939), пикнометров (Морозова, 1939), а также цилиндров
с притертыми крышками (Иванова, 1939).
Размеры респираторных сосудов подбираются в соответствии с раз-
мерами подопытных объектов. Для мелких объектов (например, для
развивающейся икры) можно использовать пикнометры и склянки объе-
мом 5—10 мл. Для рыб удобны музейные цилиндры различных размеров,
соответствующих длине тела
рыбы.
Для воды, которая при-
меняется для опытов, необ-
ходимо иметь большой запас-
ный резервуар, например
аквариум на 10—15 л. Боль-
шой объем запасного резер-
вуара обеспечивает большую
Фиг. 14. Наполнение респираторных склянок
из резервуаров различного типа.
А — аквариальный сосуд с запасом аэрированной
воды: 1 — сифон, 2 — респираторная склянка; Б —
большая бутыль, оборудованная в качестве резер-
вуара: 3— трубка для аэрации воды, соединенная
с воздуходувным насосом, 4-— трубка для воздуха,
5 — термометр, в — трубка с зажимом для наполнения
респираторных сосудов.
Фиг. 15. Проволочная под-
ставка для погружения рес-
пираторных- сосудов в водяную
баню.
стабильность газового режи-
ма и физико-химических
свойств воды.
Вода в резервуаре перед опытом аэрируется продуванием пузырьков
воздуха в течение точно определенного условного срока, например 10
или 15 мин., и тщательно перемешивается мешалкой с электрическим
мотором или от руки — стеклянной палочкой. Затем берут пробы воды
на содержание О2 и СО2 и наполняют водой респираторные сосуды. Для
этой цели необходимо приспособить два сифона: один с более узкой труб-
кой для взятия проб воды и заполнения мелких респираторных сосудов,
другой с более широкой трубкой — для наполнения крупных респира-
торных сосудов (фиг. 14).
Наполнение респираторов, так же как и взятие проб воды, надо произ-
водить с соблюдением предосторожностей, необходимых для того, чтобы
во время этой операции не изменился газовый режим набираемой воды;
следить, чтобы через сифон не проскакивали пузырьки воздуха, наливать
воду плавно, чтобы уровень воды в склянке повышался спокойно, без
бурления и т. п. Перед взятием проб для анализа все склянки ополаски-
ваются исследуемой водой.
Когда респираторный сосуд заполнен на 3/4 водой, в него осторожно
переносят подопытных животных, доливают сосуд водой до краев и гер-
метически закрывают притертой стеклянной пробкой или притертой
90
Е. А. ВЕСЕЛОВ
крышкой (если это цилиндр) таким образом, чтобы в сосуде не осталось
ни одного пузырька воздуха.
Заряженные респираторные сосуды помещают в водяной термостат.
Для этой цели может служить большой аквариум, наполненный водой.
Сюда же помещают контрольный сосуд такого же размера, как и респи-
раторные сосуды, с такой же толщиной стенок. Этот сосуд закрывается
корковой или каучуковой пробкой, через которую пропущен термометр.
Контрольный сосуд служит для наблюдения за температурой и для реги-
страции изменения газового режима самой воды, не содержащей под-
опытных объектов. Такие изменения могут иметь место в результате
газообмена и жизнедеятельности раз-
Фиг. 16. Сифон для взятия проб во-
ды из респираторных сосудов.
1 — мундштук для засасывания ртом во-
ды в сифон; 2 — трубка, через которую
берется проба.
личных микроорганизмов, в частно-
сти бактерий.
Погружение респираторов в водя-
ную баню лучше всего производить
в специальном штативе, который легко
сделать из толстой алюминиевой или
лакированной латунной проволоки
(фиг. 15).
Время от времени воду в респи-
раторах необходимо перемешивать, по-
качивая штатив с респираторами в раз-
личных направлениях. Особенно тща-
тельно необходимо перемешать воду
перед окончанием опыта и взятием
пробы для анализа.
Через известный промежуток вре-
мени (i); респираторные сосуды не-
влекают из водяного термостата. Че-
рез открытую крышку сосуда сифо-
ном, с обычными предосторожностями,
отбираются пробы для определения СО2.
На фиг. 16 изображен сифон, сконстру-
ированный нами для этой цели.
может колебаться от 30 мин. до 10 ча-
продолжительность опыта (i)
сов и более. Эти колебания зависят от трех факторов: а) интенсивности
газообмена исследуемых животных, б) влияния на интенсивность га-
зообмена постепенного понижения парциального давления кислорода
в респираторе, в) величины так называемого объемного коэффициента.
Чем меньше длительность эксперимента; тем меньше точность резуль-
татов. Однако при большой длительности эксперимента интенсивность
газообмена может измениться под действием уменьшающегося парциаль-^
ного давления кислорода. Опыты многих авторов (Wunder, 1936; Leiner,
1938; Веселов, 1949) показали, что уменьшение количества кислорода
й воде на 30% изменяет интенсивность дыхательного обмена у рыб. Сле-
довательно, длительность эксперимента, по крайней мере с рыбами;
нужно рассчитать таким образом, чтобы за это время содержание кис-
лорода в воде не упало ниже 30%.
Под объемным коэффициентом (Н7) мы подразумеваем отношение
веса подопытных животных (а) к объему воды в респираторе (V);
W =
а
V
ГАЗООБМЕН У РЫБ И ВОДНЫХ БЕСПОЗВОНОЧНЫХ
91
Ясно, что чем меньше величина объемного коэффициента, тем больше
можно увеличить длительность опыта. Однако следует учесть, что при
слишком больших респираторных сосудах по отношению к подопытным
животным возникает новый источник погрешностей, в результате плохого
перемешивания воды в респираторе.
Продолжительность опыта, обеспечивающую наибольшую точность
результатов, необходимо для каждого вида животных определять путем
нескольких предваритель-
ных экспериментов, учи-
тывая изложенные сооб-
ражения.
Прибор Поля-
кова для мелких
водных животных.
Ю. Д. Поляков (1937) скон-
струировал простой при-
бор, позволяющий учиты-
вать с достаточной точ-
ностью потребление кис-
Фиг. 18. Простейшая респирационная установка
для опытов в непроточных условиях.
А — резервуар: 1 — трубка для аэрации воды, соеди-
ненная с воздуходувным насосом, 2 — кран для сооб-
щения резервуара с атмосферой; В — респиратор: 3 —
трубка с краном для наполнения респиратора водой,
1 —• кран для впуска воздуха, 5 — термометр, в — труб-
ка. с зажимом для взятия проб воды.
Фиг. j,17. Прибор По-
лякова для изучения
дыхания мелких объек-
тов:
Объяснение в тексте.
л'орода мелкими водными животными, например десятком дафний или
одним мотылем. Прибор основан на тех же принципах, что и описан-
йые выше методы.
Прибор представляет небольшую склянку (а) (около 10 мл) с широким
горлышком, с пришлифованной косо срезанной стеклянной пробкой (е);
К. склянке припаян широкий слепой стеклянный «кран» (б) с выемкой,
образующей дно склянки (фиг. 17).
Подопытные объекты, заключенные в завязанную марлей пробирочку
или кусочек стеклянной трубочки, помещают в воду на дно слепого
«крана» и закрывают склянку пробкой таким образом, чтобы в ней не ос-
тавалось пузырьков воздуха. Затем прибор переносят в водяной термостат.
Прибор нужно часто встряхивать, чтобы обеспечить постоянную смену
воды в пробирке. Для этой цели можно сделать подставку из проволоки,
наподобие изображенной на рис. 15, расчитанную на несколько склянок.
92
Е. А. ВЕСЕЛОВ
Каждый опыт продолжается час или более, в зависимости от интен-
сивности дыхания изучаемых объектов. После окончания эксперимента
«кран» поворачивается, чтобы изолировать верхнюю часть склянки от
нижней, донной части, в которой находятся подопытные животные.
После этого верхняя часть прибора служит в качестве обыкновенной
склянки для определения содержания растворенного кислорода по Винк-
леру. Фиксация кислорода и анализирование пробы производятся как
при обычном макроварианте винклеровской методики (см. гл. 50). Таким
путем можно определить содержание растворенного кислорода с точ-
ностью до 0.0005 мг.
Метод Ермакова и Медведевой. Установка для опы-
тов по определению потребления кислорода рыбами, предложенная
Н. В. Ермаковым и Н. Б. Медведевой (1934), несмотря на исключительную
простоту, вполне пригодна для кратковременных опытов с мелкими ры-
бами и с подвижными формами беспозвоночных. С помощью этой уста-
новки можно изучать суммарный газообмен молоди или мелких подвижных
беспозвоночных, помещаемых в респираторный сосуд десятками и сотнями
(в зависимости от их размера). Прибор пригоден также и для исследования
индивидуального обмена рыб весом 10—50 г.
На фиг. 18 изображена установка Ермакова и Медведевой, несколько
видоизмененная и улучшенная нами. Она состоит из двух склянок с ту-
булусом, поставленных на разном уровне. Верхняя служит запасным
резервуаром для воды, в которой проводится опыт. Чем больше объем
этой склянки, тем лучше (от 5 до 10 л и более). Нижняя склянка с ши-
роким горлышком является респиратором. Склянка подбирается в за-
висимости от величины изучаемых объектов — от 1 до 3 л.Тубулус снабжен
трубкой для взятия проб воды. Склянка закрывается каучуковой проб-
кой, через которую пропущена трубка, соединяющая склянку с запасным
резервуаром. В пробку вставляется термометр.
Перед опытом респираторный сосуд заполняется на 4/6 водой из резер -
вуара. Из него берут через выводную трубку пробу воды для анализа
на О2 и СО2, затем сажают подопытных животных, закрывают пробкой
и доливают водой, вытесняя все пузырьки воздуха, которые выходят
через трубку 4 (фиг. 18). Опыт продолжается от 30 до 60 мин. с таким
расчетом, чтобы концентрация кислорода в респираторе не падала ниже
70—75% насыщения. Вода в респираторе перемешивается благодаря
подвижности самих объектов, однако время от времени необходимо пускать
в ход стеклянную мешалку, несколько раз осторожно поднимая и опуская
ее так, чтобы не взбудоражить обитателей респиратора. Особенно необ-
ходимо тщательное перемешивание воды перед взятием пробы.
Опыт можно повторить, не извлекая исследуемых объектов. Для
этого часть воды из респиратора сливают и заменяют свежей из резер-
вуара. После перемешивания воды берут пробу для анализа, засекают
время. После окончания опыта берут вторую пробу. При расчетах учи-
тывается промежуток времени между взятием первой и второй проб
для анализа.
При пользовании описанной установкой можно не применять водя-
ного термостата, так как благодаря значительному объему респиратора
и незначительной продолжительности опыта колебания температуры
воды незначительны; при ровной температуре помещения они не превы-
шают 0.5°, если вода в резервуаре достаточно долго стояла в этом поме-
щении.
ГАЗООБМЕН У РЫБ И ВОДНЫХ БЕСПОЗВОНОЧНЫХ
93
Опыты в проточных условиях
Изучение газообмена водных животных в проточных условиях имеет
исключительное значение. В ряде случаев необходимо изучать газооб-
мен водных животных в проточной воде, чтобы приблизить обстановку
опыта к естественным условиям. Следует отметить, что и в так называе-
мых стоячих водоемах мы редко имеем дело с абсолютной неподвижностью
воды; благодаря ветру, градации температур и в силу большой подвиж-
ности самих животных мы почти всегда имеем дело с более или менее
интенсивной сменой воды вокруг животного.
Основной принцип, на котором основаны подобные установки, сво-
дится к следующему. Через респиратор протекает точно определенный
объем воды, в течение точно определенного отрезка времени. Концентра-
ция кислорода и углекислого газа определяется путем обычного анализа,
перед опытом и после опыта. На основании этих данных, зная вес подопыт-
ных животных, вычисляют интенсивность газообмена по формулам,
приведенным на стр. 107 (для О2) и стр. 109 (для СО2).
Общая схема установки приведена на фиг. 19. Отдельные вариации
этой схемы применяются в зависимости от изучаемых объектов и задач
конкретных условий опыта. Установка состоит из следующих частей:
а) резервуара, б) респиратора, в) водяного термостата, г) приемника
для воды, протекающей через респиратор.
Детали этой схемы и размеры отдельных частей могут значительно
изменяться, в зависимости от изучаемых объектов, задач и конкретных
условий исследования. Размер подопытных животных, например, может
варьировать от личинки насекомого до крупной рыбы, весом в 5—10 кг
и более. Ясно, что подобные изменения требуют соответствующего из-
менения респираторной установки применительно к каждому конкрет-
ному случаю.
Резервуар должен вмещать запас воды, достаточный для опыта в те-
чение 2—3 часов, не менее.
Приемный сосуд для собирания воды, протекающей через респиратор,
может быть меньшего размера, чем резервуар, однако он должен вмещать
всю воду, протекающую не менее чем за 1 час—1 час. 30 мин.
Сосуд необходимо градуировать или снабдить водомерным стеклом,
позволяющим с максимальной точностью (желательно до 0.1%) опреде-
лять объем воды, поступающей в приемник. В качестве водомерного стекла
целесообразно приспособить бюретку; имеющиеся на ней деления облег-
чают градуировку.
На фиг. 19 показан простейший способ присоединения градуирован-
ного водомерного стекла к приемному цилиндру. Градуировка произ-
водится приливанием в цилиндр мерной пипеткой или точной мензуркой
определенных порций воды, соответствующих заданной цене каждого
деления водомерного стекла.
Необходимо следить, чтобы как при градуировке, так и во время
опыта приемный сосуд был установлен одинаково; его центральная ось
должна располагаться отвесно. Для точности градуировки желательно,
чтобы приемник имел строго цилиндрическую форму.
Хотя диффузия газов между атмосферой и водой происходит очень
медленно, тем не менее для получения более точных результатов жела-
тельно изолировать поверхность воды в резервуаре и приемнике от ат-
мосферного воздуха, с помощью твердого или жидкого изолирующего
94
Е. А. ВЕСЕЛОВ
поплавка. Выбор материала для поплавка зависит от размеров резер-
вуара и приемника. Об этом речь пойдет ниже.
Ход эксперимента. Резервуар заполняют хорошо аэриро-
ванной водой. Приемник не должен содержать воды. Респиратор наполняют
на % водой и помещают в него подопытных животных. Долив рес-
пиратор водой до краев, закрывают его пробкой так, чтобы в нем не оста-
Фиг. 19. Общая схема установки для изучения газе»
обмена в проточных условиях.
1 — резервуар; 2 — поплавок; з — тройной кран; 4 — трубка
для взятия проб воды из резервуара; 5 — водяной термостат;
6 —• респиратор; 7 — термометр; s — приемник; 9 — трубка
для взятия проб воды из приемника; 10 — детали приемника
с водомерным стеклом.
лось пузырьков воздуха. Респиратор присоединяют с помощью каучу-
ковых трубок к резервуару и стоку.
Приемник в течение получаса не подключается; вода свободно вытекает
из респиратора через боковую трубку в раковину. В некоторых случаях
подготовительный период необходимо продлить до 1 часа, чтобы подопыт-
ные животные успели достаточно адаптироваться к условиям респиратора.
В это время нужно установить необходимую скорость протекания воды
через респиратор. Ее можно варьировать в разных сериях опытов. Про-
Точность можно установить, измеряя мензуркой в течение 5 мин. объем
ГАЗООБМЕН У РЫБ И ВОДНЫХ БЕСПОЗВОНОЧНЫХ
95
вытекающей воды. Скорость тока воды регулируется с помощью винтовых
зажимов.
Проточность (5) выражается в количестве воды, протекающей через
респиратор за 1 час:
„ _ V • 60
t ’
где V — общий объем воды, пропущенной в течение опыта через респира-
тор (в литрах или кубических сантиметрах), t — продолжительность
опыта в минутах. Определение проточности надо производить с макси-
мальной точностью. При больших размерах респиратора и большом ко-
личестве пропускаемой через него воды проточность обозначают в литрах
(с десятыми долями), при работе с маленькими респираторами — в мил-
лилитрах. После того как установлен определенный режим, можно при-
ступить к опыту.
Из боковой трубки резервуара берется для анализа проба воды, при-
текающей к респиратору (первый анализ). Выключив боковую трубку
стока, направляют воду, вытекающую из респиратора, в приемник, и
в этот момент засекают время. Через определенный срок (не менее 1 часа),
ток воды в приемник прекращается, снова открывают боковую трубку.
Определив по водомерному стеклу объем воды в приемнике (И), осторожно
перемешивают ее мешалкой и берут пробу для второго анализа.
Результаты первого и второго анализов позволят вычислить коли-
чество кислорода и углекислоты, имевшиеся в данном объеме воды (У)
до протекания через респиратор с подопытными животными и после рес-
пиратора, по формулам:
П1 = СХ- V,
и2 = С2.У,
где П] — количество кислорода (или углекислого газа) в мг до опыта,
а п2 — после опыта. На основании этих данных легко обычным путем,
как указано на стр. 107 (О2) и 109 (СО2), вычислить интенсивность газооб-
мена на единицу живого веса и единицу времени (1 час).
Описанная принципиальная схема респираторной установки при-
годна и для опытов в непроточных условиях, которые легко создать,
отключив респиратор от приемника. Момент зарядки респиратора отме-
чают как начало опыта. Опыт длится 20—60 мин. или более, смотря по
размерам респиратора и подопытных объектов. После окончания опыта
поступают следующим образом:
1) извлекают респиратор из водяного термостата;
2) осторожно перемешивают в нем воду, наклоняя его в разные стороны;
3) открывают трубку для воздуха;
4) открывают боковую трубку притока, спускают немного воды из
респиратора для промывки этой трубки и берут вторую пробу для анализа.
Для вычисления результатов необходимо знать точный объем воды
в респираторе, который определяется вычитанием объема подопытных
объектов из объема респиратора.
Варианты р ес пи р ац и онной у .становии, применяемые
в зависимости от размеров подопытных объектов
При изучении газообмена водных животных приходится иметь дело
по крайней мере с двумя вариантами респирационной установки: для
мелких объектов и для крупных объектов. В обоих случаях установка
96
Е. А. ВЕСЕЛОВ
монтируется так, как изображено на фиг. 19, изменяются только размеры
резервуара, приемника и респиратора.
При монтировании установки для мелких объектов в качестве резер-
вуара для воды можно использовать бутыль с тубулусом, емкостью от 3
до 10 л. Приемником может служить цилиндрическая делительная во-
ронка на 2—3 л или приспособленный для этой цели стеклянный музей-
ный цилиндр такого же объема. Для этого необходимо отрезать дно ци-
линдра и заменить его каучуковой пробкой.
Для изготовления респираторов можно использовать куски стеклян-
ных трубок различной длины и диаметра, в зависимости от размеров
Фиг. 20. Простейшие респираторы.
А — из пробирки; Б — из музейного цилиндра. 1 — трубка для
притока воды; 2 — трубка для стока воды; а — термометр.
объекта и количества животных, помещаемых в респиратор одновременно.
Общий объем респиратора для опытов в проточных условиях необходимо
подбирать таким образом, чтобы он примерно в 10—30 раз превышал
объем подопытных рыб или беспозвоночных. Для мелких форм (водных
личинок насекомых, мальков рыб и т. п.) можно использовать широкие
зоологические пробирки, у которых обрезается дно. Оба отверстия трубки
закрываются каучуковыми пробками, в которых укреплены стеклянные
трубочки для притока и оттока воды и термометр. К одной и той же уста-
новке можно подключить, в зависимости от условий опыта, респираторы
различного объема.
В тех случаях, когда под руками нет соответствующей трубки, при-
годной для респиратора, и нет возможности сделать такую трубку из
пробирки или стеклянного музейного цилиндра, можно использовать
пробирки и музейные цилиндры, не отрезая дна (фиг. 20).
Для изготовления респираторов большого объема вместо пробирок
можно использовать музейные цилиндры различного размера.
В качестве изолирующего поплавка для предохранения воды в резер-
вуаре и приемнике от изменения газового режима применяется толстый
слой (около 5 см) очищенного вазелинового масла. Он защищает поверх-
ность воды от диффузии газов из воды в воздух и из воздуха в воду.
На фиг. 21 изображена наиболее полная схема респирационной уста-
новки, которую можно, внеся соответствующие изменения, применить
Фиг. 21. Респирационная установка для длительных опытов
в проточных условиях.
1 — бутыль для аэрации воды; 2 — шланг, соединенный с воздуходув-
ным насосом; 3,4 — парные резервуары для снабжения водой респи-
раторов; 5— тройной кран для попеременного подключения резервуа-
ров к аэрационной бутыли; в—9 — тройные краны для попеременного
подключения резервуаров к респиратору; 10 — трубка для взятия проб
воды из резервуаров; 11 — змеевик; Г2 — респиратор; 13, 14 — парные
приемники; 15-— кран-тройник для попеременного подключения прием-
ников к респиратору; 16—18 — краны-тройники для взятия проб воды
из приемников; 19— трубка для взятия пробы воды из приемника;
20 — изолирующий поплавок; 21 — стеклянная мешалка.
7 Жизнь пресных вод, т. IV. ч. 2
98
Е. А. ВЕСЕЛОВ
как для мелких, так и для крупных объектов. Установка предусматри-
вает возможность длительной беспрерывной серии опытов с одними и
теми же объектами. Это достигается применением спаренного резервуара
и спаренного приемника. Резервуар состоит из двух сосудов (3 и 4),
приемник тоже из двух сосудов {13 и 14). Резервуары попеременно на-
полняются водой из большого аэрационного сосуда (7), с помощью крана-
тройника (5). Сначала к респиратору подключается один из резервуаров.
Перед началом опыта из этого резервуара через отводную трубку (10)
берется проба воды.
Вода из резервуара, прежде чем попасть в респиратор, проходит
по стеклянному змеевику (11), укрепленному в водяном термостате.
Благодаря этому легче удается сохранить постоянство температуры
воды во время опыта. Вода, прошедшая через респиратор, собирается
сначала в один из приемников. Когда приемник заполнен, его отключают,
воду осторожно перемешивают мешалкой (21), и через отводную трубку
(19) берут пробу для анализа. Пока производятся эти процедуры, воду
из респиратора можно спускать в раковину или в ведро через отводную
трубку (19). После взятия пробы воды из второго резервуара, первый
резервуар отключают, подключив второй резервуар и, одновременно,
второй приемник. Начинается второй опыт с теми же объектами, на-
ходящимися в респираторе. Пока он идет, можно снова подготовить к ра-
боте первый резервуар и первый приемник для третьего опыта. Таким
образом, опыты с одними и теми же объектами можно многократно по-
вторять без всякого перерыва, не прикасаясь к респиратору и не тревожа
подопытных объектов. В этом большое преимущество подобной установки,
которое вполне окупает кажущуюся сложность схемы, связанную с боль-
шим количеством кранов-тройников.
Чтобы не перепутать направления вращения стеклянных кранов-
тройников, на головках кранов надо нанести эмалевой краской направле-
ние крановых ходов ((-)• В крайнем случае вместо кранов можно при-
менить обычные стеклянные трубки-тройники и винтовые зажимы.
Установка для изучения дыхания крупных рыб и других крупных
объектов весом свыше 0.5 кг в принципе не отличается от описанной,
только размеры резервуара, приемника и респиратора значительно уве-
личиваются, так же как и диаметр соединяющих их каучуковых трубок.
Для резервуара и приемника необходимо заказать, бачки из дерева или
оцинкованного железа. Поплавки делаются из дерева. Они должны плотно
прилегать к стенкам бачка и свободно опускаться и подниматься при
изменении уровня воды в бачках. Емкость резервуара желательна от
5 до 10 ведер, приемника — не менее 2 ведер.
Респираторы для крупных объектов можно делать из больших стек-
лянных отстойников, крупных музейных цилиндров (длиною от % до
1 м) или из больших (четвертных) бутылей. Дно этих сосудов необходимо
отрезать. Пригодны для этих целей также стеклянные аппараты Вейса,
применяемые рыбоводами для инкубации икры. Широкое отверстие
аппарата Вейса или четвертной бутыли с отрезанным дном закрывается
металлической крышкой с толстой (5—10 мм) резиновой прокладкой.
Крышка плотно притягивается к обрезу бутыли шайбами, навинчиваю-
щимися на длинные болты. Последние закрепляются на металлическом
хомутике (с резиновой прокладкой), одевающемся на горлышко сосуда
(фиг. 22).
Наконец, можно заказать в мастерской респиратор, сделанный из
двух бутылей (например, четвертных), с обрезанными горлышками, сое-
Фиг. 22. Респираторы для крупной рыбы, сделанные из четверт-
ных бутылей или аппарата Вейса.
А — респиратор из одной бутыли: 1 — бутыль с отрезанным дном; 2 — хо-
мутик для крепления болтов; з — металлическая крышка с резиновой про-
кладкой; 4,5 — болты для прижимания крышки; в — трубка для притока воды
из резервуара; 7 — трубка для стока воды. В — респиратор из двух бутылей:
1 — латунный замок, соединяющий при помощи болтов две бутыли с отрезан-
ным дном; 2 — резиновое прокладное кольцо; 3 — трубка для притока воды;
4 — термометр; 5 — трубка для стока воды.
Фиг. 23. Макрореспиратор. (По Веселову).
А — общий вид: 1 — шланг от резервуара (приток воды) с отводной
трубкой для проб воды; 2 — шланг к приемнику (сток воды) с отвод-
ной трубкой для проб; з — термометр; 4 — короткие трубки для удале-
ния пузырьков воздуха; 5 — прижимные шайбы для герметического за-
крывания крышки; 6 — застекленные окна в металлическом корпусе рес-
пиратора. Б — деталь респиратора, приспособление для герметического за-
крывания крышки: 1 — крышка респиратора; 2 — резиновая прокладка;
з — боковая стенка респиратора; 4 — шарнир прижимного болта; 5 — при-
жимная шайба; 6 — прижимной винт; 7 — прижимной болтик.
7*
100
Е. А. ВЕСЕЛОВ
. Фиг. 24. Схема респираторной установки с рези-
новыми баллонами в качестве резервуара и при-
емника.
1 — респиратор с термометром; 2 — резервуар (кислород-
ная подушка); 3 — шланг для тока воды из резервуара в
респиратор (с винтовым- зажимом и отводной трубкой для
проб воды); i — приемник (резиновый баллон); 5 — шланг
для тока воды из респиратора в приемник, снабженный
винтовым зажимом и отводной трубкой.
диняющихся друг с другом с помощью герметического металлического
замка (фиг. 22, Б).
В 1940—1941 гг. во время экспедиционной работы на р. Дон и на
Азовском море мы применили для работы с крупными рыбами весом
до 3—5 кг вполне оправдавшие себя макрореспираторы емкостью 40—
50 л (Веселов, 1949).
Респираторы, изготовленные по нашим чертежам в механической
мастерской, представляли собой ящики прямоугольной формы длиной
80, шириной 20 и высотой 25—30 см, изготовленные из толстого листового
железа (фиг. 23, А). В длин-
ных боковых стенках про-
резано по 3 окна (всего
6 окон), которые застекле-
ны толстым (до 3.5 мм)
стеклом. Стекла встав-
ляются в специальные па-
зы на наружной стенке
респиратора, тщательно
промазанные водоупорной
замазкой. Вдоль нижнего
края крышки респиратора
имеется паз, в который за-
ложена полоска резины
(фиг. 23, Б). В паз входят
края стенки респиратора,
крышка с резиновой про-
кладкой прижимается к
ним шайбами на прижим-
ных болтах; это обеспечи-
вает полную герметич-
ность. Респиратор окра-
шивается как внутри,
так и снаружи какой-либо
неядовитой устойчивой краской, например хорошим асфальтовым лаком.
Макрореспиратор заряжается следующим образом. Снимается крышка,
закрывают выводной шланг. В респиратор ведрами наливают воду, по-
мещают в него подопытных рыб, закрывают и привинчивают крышку.
Пустив ток воды из резервуара и слегка наклоняя респиратор в разные
стороны, вытесняют из него весь воздух через отверстия в крышке. За-
крыв эти отверстия, открывают входной шланг. После того как отрегули-
рован ток воды, оставляют некоторое время (от 30 мин. до 1 часа) все
без изменения, пока рыбы не успокоятся после перенесения их в незна-
комую обстановку. Только после этого начинают опыт: из входного шланга
берут пробу воды для анализа, поднимают приемник для отработанной
воды и засекают время начала эксперимента.
Для работ с макрореспираторами для резервуаров и приемников
необходимы деревянные или металлические баки емкостью в несколько
ведер.
Макрореспиратор можно использовать и для работ без проточности.
Началом эксперимента служит момент, когда подопытные рыбы помещены
в респиратор. После этого необходимо быстро вытеснить из респиратора
весь остаточный воздух водой, поступающей через входной шланг. Затем
входной шланг закрывают. Через определенный срок, рассчитанный таким
ГАЗООБМЕН У РЫБ И ВОДНЫХ БЕСПОЗВОНОЧНЫХ
101
образом, чтобы за это время содержание кислорода в воде не понизилось
ниже 70% насыщения, опыт заканчивают; покачиванием респиратора
перемешивают в нем воду (этому способствуют и движения самой рыбы)
и берут пробу воды для анализа.
Можно организовать длительный опыт с макрореспиратором п без
применения специально оборудованного резервуара и приемника. Входной
шланг можно подключить к водопроводу, а выходной пустить в бочку.
В этом случае необходимо периодически (через 30—60 минут) произво-
дить анализы воды, поступающей из респиратора и выходящей из него,
и учитывать объем воды, прошедшей через респиратор.
На основании этих данных вычисляется средняя величина газооб-
мена за весь период опыта.
С крупными респираторами можно работать без водяного термостата.
В некоторых случаях, при очень длительных опытах, можно использовать
в качестве термостата естественный водоем. Для этого вся респираторная
установка размещается на берегу (реки, пруда, озера) в палатке или
под навесом, а респиратор опускается прямо в воду.
Конструкцию респираторной установки можно изменить, применяя
в качестве резервуара и приемника резиновые баллоны. Для мелких
животных можно применять баллоны — подушечки от приборов Пора
или резиновые грелки, для более крупных — кислородные подушки.
Схема установки представлена на фиг. 24. Перед опытом из подушек
полностью удаляется воздух (остатки его можно откачать воздушным
насосом). Затем баллон-резервуар наполняется водой, с которой произ-
водится опыт. В остальном опыт идет как обычно. Вода, поступившая
в приемник, после взятия пробы на анализ в конце опыта сливается для
измерения объема (или взвешивания).
Преимущество этого способа в том, что вода в резиновых баллонах
лучше защищена от соприкосновения с атмосферным воздухом, чем при
работе со стеклянными или металлическими резервуарами и приемниками
с применением жидких или твердых поплавков.
Определение пороговой концентрации кислорода и изучение
газообмена при различном парциальном давлении кислорода
Условимся понимать под выражением «летальный кислородный по-
рог» ту концентрацию растворенного в воде кислорода, при которой на-
ступает смерть животного в результате удушья.
Опыты в неп рот о^ч'-н ъгл 'у см о в и я х
Простейший способ определения пороговых условий состоит в сле-
дующем. Подопытных животных помещают в герметически закрывающийся
сосуд (например, стеклянную банку с притертой пробкой), наполненный
водой с известным содержанием кислорода. Сосуд помещают в водяной
термостат и время от времени слегка встряхивают для перемешивания
воды. Как только наступает удушье, опыт прекращают, осторожно пере-
мешивают воду в сосуде, открывают его и берут пробы для анализа на О2
и СО2.
В громадном большинстве случаев удушье связано с недостатком кис-
лорода, а не с избытком углекислого газа, так как для большинства вод-
ных животных пороговая величина парциального давления СО2 очень
высока и не достигается при подобной постановке опыта.
102
Е. А. ВЕСЕЛОВ
При определении летального кислородного порога для рыб не надо
ожидать момента смерти рыбы, т. е. прекращения жизни всех органов
и тканей. Опыт следует заканчивать в тот момент, когда в результате удушья
прекращаются дыхательные движения жаберного аппарата рыбы. Излиш-
няя затяжка опыта после этого момента может исказить результат, бла-
годаря затрате кислорода на бактериальные процессы.
Во многих случаях помимо летального порога важно установить и
сублетальную концентрацию кислорода, при которой появляются первые
Фиг. 25. Прибор для определения
кислородного порога в непроточных
условиях для мелких объектов.
1 — шаровая пипетка для раствора соды;
2 — воздушный клапан; 3 — сифон для
взятия проб воды; i — термометр.
симптомы удушья. Для этого оконча-
ние опыта и взятие пробы воды для
анализа передвигается на тот момент,
когда у подопытного объекта воз-
никнут первые симптомы удушья,
вызванного недостатком кислорода.
Характер симптомов у разных организ-
мов различен; их необходимо про-
следить в ряде предварительных опы-
тов. У многих рыб, например, на-
чало удушья сопровождается энергич-
ными беспокойными, движениями, затем
рыба время от времени ложится на
бок («боковое положение»).
Для подобных опытов надо подби-
рать сравнительно небольшие сосуды
с объемом, превышающим объем под-
опытных объектов не более чем в 20—
50 раз. Если взять очень большой
сосуд, опыт будет длиться слишком
долго и результат исказится рядом по-
бочных явлений: накоплением в воде
выделенных животными ядовитых азо-
тистых продуктов обмена и бактери-
альными процессами.
Автором этой статьи разработан
простой метод определения кисло-
родного порога в непроточной воде,
исключающий влияние на организм
повышенного содержания углекисло-
ты. С этой целью свободная угле-
кислота по мере ее выделения под-
опытными животными связывается пу-
тем добавления к воде респираторного сосуда небольшого количества
раствора соды. Реакция контролируется с помощью индикатора фенол-
фталеина:
Н2СО3 4- Na2GO3 = 2NaHGO3.
Схема прибора для мелких объектов изображена на фиг. 25. Респира-
тором служит коническая колба. Объем ее зависит от размера изучаемых
объектов: от 30—50 мл (для мелких безпозвоночных, личинок рыб) до
1000 мл (для мальков и мелких рыб). Респиратор герметически закрывается
мягкой каучуковой пробкой, в которой укреплены: шаровая пипетка
U). тРубка-клапан (2), сифон для взятия пробы воды (3) и термометр (4).
ГАЗООБМЕН У РЫБ И ВОДНЫХ БЕСПОЗВОНОЧНЫХ
103
Респиратор на время опыта погружается в большой сосуд с водой, выпол-
няющий роль водяного термостата.
Зарядка респиратора производится следующим образом. На дно пу-
стого респиратора выпускают из пипетки 0.2 мл 1%-го спиртового рас-
твора фенолфталеина. Затем респиратор с помощью сифона заполняется
на 3/4 своего объема хорошо аэрированной водой из резервуара, содер-
жащего достаточный запас воды. Заполнение производится со всеми пред-
осторожностями, необходимыми для того, чтобы содержание кислорода
Фиг. 26. Прибор для определения кислородного порога для
крупных объектов.
А — резервуар; Б — респиратор. 1 — трубка для аэрации воды в резур-
вуаре; 2 — трубка для соединения резервуара с атмосферой; 3 — термометр;
i — трубка для проб воды из резервуара; s — трубка для проб воды из рес-
пиратора; 6 — шланг для стока воды; 7 — пипетка для фенолфталеина;
8—шаровая пипетка для раствора соды.
в воде не изменилось при этой операции. Если в воде нет свободной угле-
кислоты, она окрашивается в розовато-красный цвет, если имеется сво-
бодная углекислота — остается бесцветной. В последнем случае необ-
ходимо прибавлять в воду пипеткой по каплям 5%-й раствор углекислого
натрия (Na2GO3), пока не появится розовое окрашивание. Поместив
в респиратор подопытный объект, засекают время (начало опыта). Долив
респиратор с помощью сифона водой из того же резервуара, закрывают
его пробкой так, чтобы не осталось ни одного пузырька воздуха. Шаро-
вая пипетка (7) перед началом опыта заполняется 1—5 %-м раствором соды
(углекислого натрия).
В ходе опыта следят за поведением исследуемых животных и за ок-
раской воды, время от времени осторожно перемешивая ее вращательными
движениями респираторного сосуда. Если окраска становится слишком
бледной, выпускают из пипетки (7) 1—2 капли раствора соды, слегка
приоткрыв зажим на резиновой трубке, одетой на конец пипетки. Чтобы
104
Е. А. ВЕСЕЛОВ
капли раствора соды поступали в респиратор, надо одновременно слегка!
приоткрыть зажим клапана (2). Таким путем необходимо в течение всего,
опыта поддерживать розоватую окраску воды в респираторе, свидетель-
ствующую об отсутствии или очень слабой концентрации свободной угле-
кислоты. Для контроля за окраской воды вначале, пока не выработался
необходимый глазомерный навык, можно пользоваться свежеприготовлен-
ным стандартом, т. е. такой же колбой с дистиллированной водой, сво-
бодной от СО2, окрашенной фенолфталеином.
В конце опыта последний раз тщательно перемешивают воду в респи-
раторе и, открыв зажим клапана (2) для впуска воздуха, берут с помощью
сифона (3) пробу воды для анализа на содержание кислорода. Момент
окончания опыта зависит от задачи исследования: для определения суб-
летального кислородного порога — это первые признаки удушья, для
определения летального порога — явные летальные симптомы.
Прибор для определения кислородного порога более крупных объек-
тов (например, рыб весом 300—1000 г и более) является видоизмененной
респирационной установкой (фиг. 26). Она состоит из резервуара для
воды (А) и респиратора (Б). Размеры этих частей установки подбираются
в соответствии с размерами исследуемых объектов (см. раздел о респира-
ционных установках). В пробке респиратора укреплены, помимо трубки
для стока и взятия проб воды (6 и 5), пипетка для 1%-го раствора фенол-
фталеина (7) и шаровая пипетка для раствора соды (3). Респиратор ук-
репляется с помощью одного или двух универсальных штативов таким
образом, чтобы его можно было перевести из горизонтального положения
(во время опыта) в вертикальное (в момент зарядки респирационного со-
суда), и наоборот.
Концентрацию раствора соды следует варьировать от 1 до 5%, в за-
висимости от объема респираторов и интенсивности выделения углекис-
лоты подопытными животными, так, чтобы количество црибавляемого
раствора было минимальным. При небольшом объеме респиратора неже-
лательно применять слишком концентрированный раствор. В каждом
отдельном случае необходимо опытным путем установить концентрацию
раствора соды, наиболее соответствующую данным размерам респиратора
и другим условиям эксперимента.
О пы ты в пр о т оч нкя х условиях
Более усложненный способ — определение пороговой концентрации
кислорода в проточных условиях. Для этого используется обычная рес-
пирационная установка с респиратором, подобранным в соответствии
с размерами подопытных животных. Резервуар установки видоизменяется
таким образом, чтобы в респиратор можно было подливать воду с различ-
ным парциальным давлением кислорода.
Схема установки для подачи в респиратор воды с пониженным пар-
циальным давлением О2 дана на фиг. 27. Она состоит из сосудов, нахо-
дящихся на различном уровне, например на 3 полках, ступенчато рас-
положенных по отношению друг к другу.
В первом сосуде (Л) находится аэрированная вода. Аэрация обеспе-
чивается продуванием воздуха с помощью воздуходувного насоса.
Второй сосуд (В) наполнен прокипяченной водой, лишенной растворен-
ного кислорода. В тех случаях, когда требуется особо почти полное от-
сутствие растворенного кислорода в прокипяченной воде, этот сосуд,
предохраняют от доступа атмосферного кислорода батареей склянок
ГАЗООБМЕН У РЫБ И ВОДНЫХ БЕСПОЗВОНОЧНЫХ
105 >
Тищенко с раствором пирогаллола, поглощающего кислород (3). Раствор
приготовляется следующим образом: 15 г пирогаллола растворить
в 45 мл воды и смешать с 150 мл
40%-го раствора КОН. Необходи-
мо предохранять раствор от со-
прикосновения с атмосферным воз-
духом.
С помощью стеклянных кранов
(4 и 5) можно регулировать.. сме-
шение аэрированной и бескисло-
родной воды, которое .происходит
в третьем сосуде — смесителе (В).
Из смесителя вода поступает в один
из парных резервуаров (Г и Д).
Когда один из резервуаров запол-
нен водой с необходимой концент-
рацией О2, он подключается с по-
Фиг. 27. Установка для подачи в респи-
ратор воды с различным парциальным
давлением кислорода.
А — бутыль с аэрированной водой; Б — бутыль с
прокипяченной водой; В — смеситель; Г,Д—пар-
ные резервуары для воды с заданным парциальным
давлением кислорода. 1 — шланг от водоструйного
насоса для аэрации воды; 2 — трубка для запол-
нения бутыли прокипяченной водой; 3 — батарея
склянок Тищенко для поглощения кислорода воз-
духа; 4, 5 — краны для регулирования тока аэри-
рованной и обескислороженной воды; 6 — треххо-
довой кран для подключения резервуаров к смеси-
телю; 7,8— слой вазелинового масла; 9— трех-
ходовой кран для подключения резервуаров к ре-
спиратору; 10 — трубка для взятия проб воды;
11 — шланг к респиратору.
Фиг. 28. Прибор для обескислорожива-
ния воды кипячением.
1 — эмалированный бидон или большая кол-
ба; 2 — электрическая плитка; 3 — холо-
дильник; 4 — резиновый шланг от водопро-
водного крана; 5 — шланг к водопроводной
раковине; в — батарея склянок Тищенко с
раствором пирогаллола; 7 — сифон для сли-
вания воды.
мощью переходового к рана (9) к
респиратору. Тем временем ток
воды из смесителя направляется
в другой резервуар. Путем попере-
менного подключения парных ре-
зервуаров то к смесителю, то к резервуару можно вести без перерыва очень,
длительный опыт. Для изоляции воды, находящейся в резервуаре, от ат-
мосферного воздуха в целях сохранения постоянства газового состава
,106
Е. А. ВЕСЕЛОВ
на поверхность воды в резервуарных сосудах наливается толстый (5—10 см)
слой вазелинового масла. Проба для анализа воды, поступающей в респи-
ратор, берется специальной трубкой (10), соединенной с шлангом, под-
водящим воду к респиратору. Пробу надо брать из каждого резервуар-
ного сосуда отдельно, так как концентрация растворенного кислорода
в двух парных резервуарах может оказаться неодинаковой.
Сосуды А и Б необходимо градуировать с точностью не менее чем
до 0.1 л. Если в качестве сосудов использованы стеклянные бутыли, гра-
дуировку можно нанести прямо на стекле быстросохнущей эмалевой крас-
кой. Приклеивание полосок миллиметровой бумаги, практикуемое иногда
в подобных случаях, нерационально, так как постоянно имея дело с во-
дой, легко замочить и смыть эти полоски. Наличие градуировки позво-
-ляет точнее приготовить смесь аэрированной бескислородной воды в не-
обходимой пропорции.
Обескислороживание воды производится следующим образом. Воду
кипятят в течение 30—60 мин. в больших колбах на 2—3 л или в эмали-
рованном бидоне с узким горлышком, емкостью 5—10 л. При повышении
температуры до 80° нормальное количество растворенного в воде кисло-
рода понижается до 2.8 мг/л, а при 99° оно, по данным Винклера, состав-
ляет всего 0.19 мг/л.
Через 5—10 мин. после начала кипения, когда воздух будет вытеснен
из бидона парами воды, горлышко сосуда закрывают пробкой. В пробке
укреплен в вертикальном положении холодильник, через который непре-
рывно течет холодная вода (фиг. 28). Вода, образующаяся в респираторе
конденсацией паров, стекает из холодильника в бидон. Выходная часть
внутренней трубки холодильника соединена с батареей склянок Тищенко,
наполненных раствором пирогаллола. Благодаря этому воздух, который
будет проникать в бидон при охлаждении воды, окажется лишенным кисло-
рода.
Прокипяченную воду, остуженную до необходимой температуры,
сливают с помощью сифона в сосуд Б. Необходимо принять все меры для
того, чтобы вода не приходила в соприкосновение с кислородом атмосфер-
ного воздуха. G этой целью сосуд Б перед зарядкой предварительно под-
готавливают. Его наполняют водой и герметически закрывают проб-
кой так, чтобы не осталось воздуха. Затем, присоединив к трубке (2)
сифон, сливают всю воду. Воздух, который будет заполнять сосуд, осво-
бодится от кислорода, проходя через склянки Тищенко с поглотителем (3).
После такой подготовки можно наполнять сосуд кипяченой водой,
для этого бидон или колбу с остуженной прокипяченной водой присоеди-
няют к верхнему крану сосуда (2).
Анализ проб воды для изучения газообмена
Для определения О2 и СО2 применяются обычные гидрохимические
методы, описанные в гл. 50 настоящей книги.
В том случае, когда объекты изучения очень малы и поэтому объем
воды, в котором происходил опыт, не позволяет взять обычную пробу,
можно пользоваться микрометодами.
Наиболее распространенная и испытанная микрометодика отличается
от винклеровского макрометода только незначительными размерами
•склянок для проб, соответственно уменьшенному количеству фиксирую-
дцих реактивов и соляной кислоты. Для титрования пробы применяют
ГАЗООБМЕН У РЫБ И ВОДНЫХ БЕСПОЗВОНОЧНЫХ
107
более слабый раствор гипосульфита и пользуются микробюреткой с де-
лениями до 0.01 мл.
М. В. Зеленкова-Перфильева (1929) разработала удобную модифика-
цию винклеровской методики, которая пригодна, с некоторыми видоиз^
менениями, и для эколого-физиологических целей. Вместо
обычных тарированных склянок па 100—200—250 мл
применяются тщательно тарированные склянки с притер-
тыми пробками на 5—10—20 мл (можно использовать пик-
нометры). Реактивы, фиксирующие растворенный кис-
лород, прибавляются по 0.1 мл, соляная кислота — по
0.3 мл. Для титрования служит 1/100 н. раствор гипо-
сульфита. Ю. Д. Поляков (1937) рекомендует титровать
0.003—0.004 и. раствором гипосульфита.
Обычные пипетки непригодны для фиксации О2 в про-
бах такого незначительного объема, так как -вытесняют
много воды и загружают пробу большим количеством реак-
тивов, прилипающих к наружной стороне пипеток, и тем
самым повышают погрешность метода. Зеленкова-Пер-
фильева рекомендует применять вместо пипеток меди-
цинские шприцы с иглами из нержавеющей стали дли-
ной 4.5—5 см, с внутренним диаметром около 7 мм.
Такие иглы не всегда имеются под рукой, поэтому мы
предлагаем использовать для этой цели микропипетки
с делением до 0.01 мл, с насаженными на них тонко от-
тянутыми стеклянными капиллярами. Пипетка укрепляет-
ся на штативе. Раствор подается в пипетку самотеком из
склянки, укрепленной на том же штативе на уровне
верхнего конца пипетки (фиг. 29). Необходимы две такие
2
установки: одна для раствора хлористого марганца, дру-
гая — для раствора едкого натра с иодистым калием. Соля-
ную кислоту можно вводить в склянку обычной микропи-
петкой с присоединенным к ней (при помощи неболь-
шого куска резиновой трубочки) кусочком стеклянной
трубочки с тонким оттянутым капиллярным концом.
Фиг. 29. Пипет-
ка для фикса-
вии кислорода
в пробах мало-
го объема (10—
20 мл).
Расчет потребления кислорода
Вычисление количества кислорода, потребляемого под-
опытными животными, можно производить независимо
от типа респирационной установки по следующей фор-
муле:
60 • {пг — п2)
т • t ’
1 — склянка с фи-
ксирующим реак-
тивом; 2 — гра-
дуированная пи-
петка на 1 мл;
.3 — капиллярно-
оттянутая трубоч-
ка; 4 — место, где
в просвете рези-
новой трубочки
находится стек-
лянный шарик.
где (?о2 количество потребленного кислорода в миллиграммах на 1 г (или
1 кг) живого веса в 1 час, п1 — количество О2 (в миллиграммах) в данном
объеме воды перед опытом, п2 — количество О2 (в миллиграммах) в том же
объеме воды после опыта; т — вес подопытных объектов в граммах (или
килограммах), t — продолжительность опытов в минутах.
При опытах в непроточных условиях при вычислении пг, и п2в расчет
принимается (так же как и при определении выделенной углекислоты)
объем респиратора за вычетом объема (или веса в граммах) помещенных
108
Е. А. ВЕСЕЛОВ
в респиратор изучаемых объектов. В опытах с проточными условиями
для расчетов берется объем воды, протекшей через респиратор за весь пе-
риод от начала до конца опыта.
Определение количества выдыхаемой углекислоты
Определение количества углекислого газа, выделяемого водными жи-
вотными в результате окислительных процессов, затрудняется сложными
превращениями, которые испытывает углекислота в водной среде.
Углекислота встречается в воде в трех фазах: 1) в свободном состоя-
нии, т. е. в виде растворенного в воде газа или в нестойком соединении
с водой — Н2СО3; 2) в составе бикарбонатов: это углекислота двуугле-
кислых солей, главным образом кальция и магния—Са(НСО3)2 и Mg(HCO3)2;
3) в составе карбонатов: это углекислота средних солей, главным образом
также солей кальция и магния — СаСО3 и MgGO3.
Карбонаты встречаются в воде лишь при отсутствии свободной угле-
кислоты, бикарбонаты в природных водах имеются всегда. Взаимную
зависимость этих трех форм углекислоты можно выразить следующим
образом:
Свободная С0.2 -ф- —
Карбонатная СО., — -ф-
Бикарбонатная СО2 -ф- -ф-
Все виды углекислоты находятся в воде в определенном равновесии;
изменение в количестве одного вида углекислоты вызывает соответствую-
щее увеличение или уменьшение других видов углекислоты. Вместе с тем
соотношение свободной и бикарбонатной кислот или соотношение карбо-
натов и бикарбонатов определяет активную реакцию (pH) воды, изменение-
которой влияет на интенсивность газообмена водных животных.
Из сказанного следует, что при физиологических экспериментах не-
достаточно ограничиться определением свободной формы углекислоты,
выделяемой организмом. Свободная углекислота, выделяемая животными
в воду в процессе опыта, может, например, связываться благодаря пере-
ходу имеющихся в воде карбонатов в бикарбонаты:
СаСО3 + СО2 + Н2О = Са (НСО3)2,
MgCO3 + СО2 + Н2О = Mg (НСО3)2.
Особенно интенсивно этот процесс будет происходить в жестких водах,
богатых кальцием и магнием и содержащих мало свободной углекислоты.
Подобная опасность связывания углекислоты меньше в мягких водах,
бедных солями кальция и магния и богатых свободной углекисло-
той.
Следовательно, в ходе эксперимента по изучению газообмена необ-
ходимо учитывать общее количество всех форм углекислоты. Практически
при анализе каждой пробы воды приходится производить определения
двух видов СО2: в одних случаях — свободной и бикарбонатной углекислот
(карбонатной в таких водах нет), в других случаях (при отсутствии в воде
свободной СО2) определяют карбонатную бикарбонатную углекислоты.
Методика определения углекислоты описана в гл. 50 этой книги.
ГАЗООБМЕН У РЫБ И ВОДНЫХ БЕСПОЗВОНОЧНЫХ
109
Вычисление общего количества углекислоты,
выделенной исследуемыми животными
Для суждения об интенсивности газообмена исследуемых животных
необходимо знать общее количество углекислоты (q) в воде до опыта
и после опыта. Возможны два случая. Если в воде имеется свободная
углекислота, то:
9 = 002 свободная Д-СО2 бикарбонатная.
Если свободной углекислоты в воде нет, то:
д = СО2 карбонатная Д-СО2 бикарбонатная.
Расчет выделения СО2 организмами производится по формуле:
(92 — 91) • 60
т • t ’
где <2со2 количество миллиграммов СО2, выделенного исследуемыми
объектами в течение 1 часа на каждый- грамм (или килограмм) жи-
вого веса; q — общее количество миллиграммов СО2 (свободной, полу-
связанной и связанной) в воде до опыта, q,>—общее количество милли-
граммов СО2 в воде после опыта; т — живой вес подопытных животных
в граммах (или килограммах); t — продолжительность опыта в мину-
тах. Подчеркиваю, что и q.2 выражают не концентрацию СО2 в мг
на 1 л воды, а количество углекислоты во всей массе воды, исполь-
зованной для опыта. Эти величины вычисляются умножением общей
концентрации всех форм СО2, выраженной в миллиграммах СО2 в 1 л
на общий объем воды в литрах (F):
9 = СО2(все формы) мг/л • V.
Журнал для записи экспериментов по газообмену
В прилагаемой табл. 1 приведена примерная форма рабочего журнала,
в который заносятся все сведения, необходимые для учета результатов
каждого опыта.
В тех случаях, когда объекты и условия опытов неоднородны (раз-
личный размер, вес и пол животных, неодинаковая температура воды,
соленость и другие факторы), целесообразнее применять не журналь-
ную, а карточную систему записи. На каждый опыт заводится отдельная
карточка (табл. 2). Такая система записи неизмеримо облегчает обработку
материала, так как карточки можно многократно сортировать и перегруп-
пировывать по различным признакам: размерам, полу и возрасту живот-
ного, по различным условиям эксперимента (температуре, активной ре-
акции воды, солености, проточности и т. д.). Это дает возможность лучше
выявить те или иные закономерности газообмена, в зависимости от изме-
нения факторов внешней и внутренней среды.
МАНОМЕТРИЧЕСКИЕ МЕТОДЫ ИЗУЧЕНИЯ ГАЗООБМЕНА
Принцип манометрического определения
Главное преимущество манометрических методов в том, что нет не-
обходимости в химическом анализе газов, растворенных в воде или имею-
щихся в атмосфере респиратора.
110
Е. А. ВЕСЕЛОВ
Журнал экспериментов
(вид животного)
Характеристика объекта исследования Условия опыта о2
промеры 1 2 время до опыта после опыта
Порядковый № эксперимента Дата № подопытной рыбы 1 место и время вылова рыбы L 1 Н наибольший обхват живой вес3 1 пол и состояние половых продуктов возраст 4 № респиратора 5 объем воды в респираторе начало опыта 1 конец опыта продолжительность опыта проточность 6 общий объем воды 7 объем склянки количество раствора гипосульфита (мл) титр гипосульфита II О2 (мг/л) объем склянки количество гипосульфита (мл) J О2 (мг/л)
1 Часто некоторые экземпляры рыб используются в нескольких опытах. В таких
один раз, в остальных случаях указывается порядковый номер рыбы
2 Приводятся наиболее важные промеры: L— длина всего тела (от конца рыла
покрова); Н — наибольшая высота тела.
О технике промеров рыб см. руководство И. Ф. Правдина (1939).
з Живой вес определяется сразу же после опыта.
Материал для определения возраста (чешуя, отолиты и т. д.) берется после
5 Все применяемые исследователем респираторы необходимо перенумеровать и в
ратора, его объем, проточный или непроточный и т. д.).
6 Проточность указывается в литрах или миллилитрах (в зависимости от разме
7 Общий объем воды, прошедшей через респиратор в течение опыта (в литрах
минус объем (вес) подопытных животных.
ГАЗООБМЕН У РЫБ И ВОДНЫХ БЕСПОЗВОНОЧНЫХ
1111
Таблица 1
по изучению газообмена
из --------------------—
(название водоема)
со2 Результаты опыта
До опыта после опыта количество дыхательных движений в 1 мин. потреб- ление О2 выделе- ние СО2 дыхательный коэффициент
свобод- ная СО2 карбонат- ная СО2 бикар- бонат- ная СО2 общее количество СО2 (мг/л) сво- бодная со2 карбо- натная со2 бикарбонатная СО2 (в мг/л) общее количество СО2 (мг/л)
мл 1/10 Na2GO3 СО2 (мг/л) мл 1/10 н. НС1 титр 1/10 н. HG1 карбонатная СО2 (мг/л) мл 1/10 н. НС1 бикарбонатная СО2 (мг/л) мл 1/10 н. Na2GO3 СО2 (мг/л) мл 1/10 н. НС1 карбонатная СО2 (мг/л) общий расход О2 (мг) потребление О2 в мг на 1 г/час общая продукция СО2 выделение СО2 на .1 г/час
случаях, чтобы избежать повторения, промеры и другие данные приводятся только-
до конца хвостового плавника); I—длина тела (от конца рыла до конца чешуйчатого-
окончания всех экспериментов.
начале журнала дать для каждого респиратора полную характеристику (схема респи-
ров респиратора) воды, протекающей через респиратор в течение 1 часа.
или миллилитрах). В опытах с непроточными условиями — это объем респиратора-.
112
Е. А. ВЕСЕЛОВ
Таблица 2
Примерная форма карточки для записи экспериментов по газообмену
..№ эксперимента............................... Дата.....................
.1. Объект.
Видовое название...................................................
№ подопытного экземпляра ..........................................
Место вылова ......................................................
Дата вылова .......................................................
Промеры:.....................наибольший обхват.....................
Живой вес..............................
Пол и состояние половых продуктов .................................
Возраст ..............,............................................
Л1. Условия опыта.
№ респиратора ..................
Объем воды в респираторе.........
Общий объем
воды ..........................
.III. Кислород.
№ и объем склянки ..............
Количество гипосульфита.........
Титр............................
Ог в мг/л.......................
IV. Углекислота.
Свободная СО2:
количество 1/10 н. Па2СО3 . . .
свободная СО2 в мг/л.........
Начало опыта ....................
Конец опыта ......................
Продолжительность опыта...........
Проточность ......................
До опыта После опыта
Карбонатная СО2:
количество 1/10 н. НС1...................................
титр 1/10 и. НС1 .....................................
карбонатная СО2 в мг/л................................
•Бикарбонатная СО2:
количество 1/10 н. НС1......................................
бикарбонатная СО2 в мг/л..............:...............
W. Газообмен.
Количество дыхательных движений в 1 мин.....................
Общий расход О2 в мг/л................................
Потребление О2 в мг на 1 г/час .......................
Общая продукция СО2 ..................................
Выделение СО2 на 1 г/час .............................
.Дыхательный коэффициент ..............................
ГАЗООБМЕН У РЫБ И ВОДНЫХ БЕСПОЗВОНОЧНЫХ
113
Основной частью аппаратуры служит респирационный сосудик, в ко-
тором помещается исследуемый объект и имеется некоторый запас газа
над поверхностью воды (в некоторых случаях газообмен можно изучать
без воды, выдерживая подопытный материал во влажной атмосфере).
Респирационный сосуд соединен с манометрическим приспособлением.
Благодаря помещенному в сосуд химическому поглотителю углекислого
газа (раствору щелочи) всякое изменение газового режима в герметически
закрытом респираторе вызывает изменение уровня жидкости в манометре.
Манометрический метод позволяет изучить различные стороны дыха-
ния: выделение СО2, потребление О2, анаэробиотические процессы, гли-
колиз и т. д. Недостаток метода в том, что он применим только к мелким
объектам, не свыше 2—5 г весом. Увеличение объема респирационных
сосудов свыше 20—30 мл понижает точность метода.
Наиболее совершенным и распространенным способом, основанным
на этом принципе, является метод Варбурга.
Метод Варбурга
Метод Варбурга пригоден для изучения дыхания одноклеточных и
мелких многоклеточных организмов, а также изолированных органов или
тканевых срезов.
Аппаратура
Аппарат Варбурга (фиг. 30) состоит из:
1) стеклянных респирационных сосудиков;
2) стеклянных манометров, укрепленных на деревянных или..металли-
ческих штативах;
3) водяной бапи с электрическим подогревом воды и автоматической
терморегуляцией; .' ,
4) автоматического качающегося приспособления для покачивания
во время опыта респирационных сосудов с манометрами.
В настоящее время у нас изготовляются аппараты Варбурга на за-
воде медицинской аппаратуры «Красногвардеец» (Ленинград), усовершёй-
ствованные — экспериментальными мастерскими Академии медицинских
наук.
Респирационные сосудики бывают различной формы и размеров,
в зависимости от характера исследования и размеров объектов (фиг. 31).
Для гидробиологических и ихтиологических работ (изучение газообмена
планктонных и мелких бентических форм, икры, мальков, личинок на-
секомых, и т. д.) наиболее пригодны сосуды, изображенные на фиг. 31.
Объем сосудиков такого типа может быть от 10 до 25 мл. На дне сосудика
впаян стаканчик для поглотителя (В); боковой отросток (л) с притертой
пробкой (я) служит для введения тех или иных реактивов (ж) по ходу
опыта.
Горлышко респирационного сосудика одевается на шлиф стеклян-
ного манометра (ш); чтобы сосудик не соскочил со шлифа, он укрепляется
парой резиновых колец, одеваемых на стеклянные крючочки, имеющиеся
над шлифом манометра и на самом сосудике.
' Манометр представляет собой толстостенную U-образную капилляр-
ную трубку (фиг. 32).
Одно колено манометра открыто сообщается с атмосферой, другое,
более длинное, перекрыто стеклянным краном. Изогнутый под прямым уг-
8 Жизнь пресных вод, т. IV, я. 2
114
Е. А. ВЕСЕЛОВ
лом боковой отросток этого колена снабжен упомянутым шлифом для
прикрепления респирационного сосудика. В изгибе нижней части мано-
Фиг. 30. Аппарат Варбурга.
1 — водяной термостат (металлический бак, наполненный водой); 2 — кача-
ющаяся рама с манометрами; з — один ив манометров; 4 — коробка с мото-
ром, приводящим в движение рамы с манометрами; 5 — эксцентрики для
покачивания правой и левой рам с манометрами (манометры с левой сто-
роны водяного термостата на рисунке не показаны); 6 — электрический
кабель для снабжения энергией всех приборов; 7 — мотор с мешалкой
для перемешивания воды в термостате; 8 — выключатель главного мотора
(качающего рамы); 9— выключатель мешалки; 10— термометр для контро-
лирования температуры воды в термостате; 11 — терморегулятор для авто-
матического регулирования температуры воды в термостате.
метра имеется короткий открытый отросток, на который одета резиновая
трубка со стеклянной трубкой.
Фиг. 31. Различные типы респирационных сосудов.
Объяснение в тексте.
Манометр укреплен на деревянной или металлической планке — шта-
тиве. К штативной планке под манометрической трубкой прикрепляется
шкала с миллиметровыми делениями (обычно стеклянная, зеркальная),
длиной 40—50 см.
ГАЗООБМЕН У РЫБ И ВОДНЫХ БЕСПОЗВОНОЧНЫХ
115
Полный комплект для аппарата Варбурга обычно состоит из 12—14
одинаковых сосудов с манометрами. При хранении и подготовке сосуди-
ков к работе штативы с манометрами укрепляются в вертикальном поло-
жении в гнездах специальных деревянных стоек, по 6—7 штативов в ка-
ждой (фиг. 33).
Манометры с заряженными и подготовленными к работе респирациои-
ными сосудиками одеваются на колодки качающегося приспособления
аппарата Варбурга, при этом сосудики пол-
ностью погружены в воду, налитую в водяной
термостат аппарата.
Водяная баня аппарата Варбурга снабжена
спиралями для подогрева воды, мешалкой, рабо-
тающей от небольшого электромотора (обеспечи-
вающей равномерную температуру ванны),элек-
трическим терморегулятором и реле. Эти приспо-
собления автоматически поддерживают темпера-
туру водяной бани на заданном уровне, так как ре-
ле, соединенное с ртутнотолуоловым терморегуля-
тором, включает и выключает подогревание воды. 1
Фиг. 32. Мано- Фиг. 33. Штатив для мано-
метр аппарата метров.
Варбурга.
Электромотор приводит в действие приспособление для покачива-
ния манометров с респирационными сосудиками, в моделях последнего
выпуска монтируется сбоку металлического корпуса водяной бани. Ап-
парат подключается к технической электросети.
Ртутно-толуоловый терморегулятор (фиг. 34) предназначен для под-
держания в ванне постоянной температуры с точностью до 0.020.2 Он со-
стоит из стеклянного змеевика и вертикальной стеклянной трубки с трой-
ником наверху. Высота терморегулятора 420 мм, площадь основания змее-
вика 150x260 мм.
Терморегулятор монтируется в аппарате Варбурга таким образом,
чтобы змеевик был полностью погружен в воду и находился бы на том же
уровне, что и сосудики с подопытным материалом.
1 Мы не останавливаемся на устройстве и управлении этими приспособлениями,
так как системы их разнообразны и обычно к каждому выпускаемому заводом аппа-
рату прилагается подробная инструкция.
2 Мы описываем терморегулятор, изготовляемый Ленинградской мастерской
Академии медицинских наук. СССР.
8*
116
Е. А. ВЕСЕЛОВ
Левый отросток терморегулятора наверху снабжен чашечкой и стек-
лянным краном. В средний отросток впаян нижний электрод из молибде-
новой проволоки (диаметром 0.6—0.8 мм, длиной 35 мм). На него при ра-
боте одевается съемный колпачок. Нижний конец этого электрода сопри-
касается с ртутью.
Правый отросток представляет собой толстостенный капилляр; на него
одевается тоже съемный колпачок с верхним (регулируемым) электро-
дом. Оба электрода включены в электрическую цепь реле. В современных
аппаратах Варбурга обычно применяется электронное реле (фиг. 35).
При расширении толуола, заполняющего зме-
Фиг. 34. Ртутно-толуоловый
терморегулятор.
евик, ртуть в капилляре поднимается и за-
мыкает электрическую цепь между верхним
и нижним электродами, включая реле, кото-
рое выключает нагреватель. При охлаждении
водяной бани ниже установленной темпера-
туры объем толуола уменьшается, ртуть в ка-
пиллярном колене тройника опускается; раз-
мыкание тока в цепи выключает якоря реле,
благодаря этому снова включается электриче-
ский подогреватель.
Подготовка терморегулято-
р а. Терморегулятор подготавливается к ра-
боте и настраивается в зависимости от необ-
ходимого диапазона температур.
Перед заполнением терморегулятора толуо-
лом и ртутью его следует промыть, для этого
необходимо проделать следующие операции:
1) налить в терморегулятор 40—50 мл хро-
мовой смеси и тщательно ополоснуть ею внут-
реннюю поверхность прибора;
2) вылив хромовую смесь, промыть терморе-
гулятор 5—8 раз дистиллированной' водой;
3) для полного удаления воды промыть терморегулятор двумя пор-
циями чистого 96°-го этилового спирта;
4) для удаления остатков спирта промыть терморегулятор 3—4 раза
дважды перегнанным толуолом, предназначенным для заполнения термо-
регулятора.
После промывки и сушки терморегулятор заполняется дважды пере^-
гнанным толуолом таким образом, чтобы уровень толуола в вертикаль1-
ной трубке был на, 1—2 см выше вертикального колена змеевика. Нужно
следить, чтобы в змеевике не оставалось пузырьков воздуха.
Затем в терморегулятор через воронку тройника небольшими пор-
циями наливается химически очищенная и профильтрованная ртуть.
Вытеснение толуола из толстой трубки в тонкую производится путем
легкого наклонения терморегулятора. При этом уровень ртути должен
приближаться к верхнему колену, но ни в коем случае не переливаться
через него. В подготовленном для работы терморегуляторе ртуть должна-
заполнять тонкую трубку и 5—7 см нижней части короткого колена.
Для удаления излишка толуола терморегулятор с открытым краном
помещают в большой кристаллизатор или таз с горячей водой (45—50°).
Расширяющийся толуол поднимает уровень ртути в тонкой трубке выше
крана, и излишнее количество толуола всплывает над ртутью; его отса-
сывают пипеткой. Затем теплая вода в кристаллизаторе заменяется во-
ГАЗООБМЕН У РЫБ И ВОДНЫХ БЕСПОЗВОНОЧНЫХ
117
дой с комнатной температурой (12—15°). После охлаждения терморегу-
лятора в него доливается ртуть таким образом, чтобы ее уровень был на 1 см
выше крана. Центральный отросток тройника должен быть наполовину
заполнен ртутью так, чтобы нижний электрод погружался в нее на не-
сколько мм. Для предотвращения окисления и загрязнения ртути на ее
поверхность наливают слой (3—4 мм) профильтрованного керосина.
Через продола- G
ку нагревателя
ток не идет
Нагреватель
остывает.
Якорь Преле
Э притянут
и цепь транс-
форматора
разомкнута
Якорь 1 реле
; притянут и
замыкает
цепь II реле
Понижающий f | '
трансформатор Сеть Питание реле
_ Ртуть в капил-
ляре замыкает
цепь 1 реле
Через продало- G,
ку нагревателя ;
идет ток. Z '
Нагреватель Г
нагревается
реле не при-
тянут и цепь
трансформа-
) тора замкну-
та
г притянут, и
‘ цепь Преле
ь разомкнута
____Il I
Понижающий |
трансформатор Сеть
Питание реле
ляре не замыкаем
цепь! реле
Фиг. 35. Схема действия терморегуляции и реле аппарата Варбурга.
После этого верхний (регулируемый) электрод опускают в капилляр
и устанавливают терморегулятор в ванне аппарата Варбурга.
Подготовка к работе
Сосуды и манометры необходимо тщательно промыть, калибровать,
после чего манометры наполняются жидкостью Броди.
Перед промывкой сосудов и манометров все части, смазанные лано-
лином, протираются ватой, смоченной в эфире. Сосуды помещают в вы-
паривательные чашки и заливают хромовой смесью, предварительно
подогретой до 60°С. Через 1—2 часа хромовую смесь сливают в фарфоро-
вый стакан или склянку с притертой пробкой.
Многократно (по 10—15 раз) промывают сосуды сначала водопровод-
ной, а затем дистиллированной водой. Вымытые сосуды высушиваются
в сушильном шкафу.
Для промывания манометров их необходимо заполнить хромовой
смесью. Для этого используют шаровую пипетку на 3—5 мл, с резиновой
грушей на одном конце и кусочком резиновой трубки на другом. На ниж-
ний отросток манометрической трубки надевают резиновую трубку, про-
тивоположный конец ее надо плотно заткнуть куском стеклянной палочки.
Погрузив шлиф манометра в чашку с хромовой смесью, грушей насасы-
вают смесь в оба колена манометра.
118 E. А. ВЕСЕЛОВ
Резиновую трубку, ведущую к груше манометра, зажимают винтовым
зажимом, а грушу с шаровой пипеткой снимают.
Через сутки хромовую смесь выливают из манометров и хорошенько
промывают их таким же образом с помощью груши: а) водопроводной
водой (5—7 раз); б) дистиллированной водой (15—20 раз); в) абсолютным
спиртом (3—4 раза); г) свежим наркозным эфиром (2—3 раза). Если
свежего наркозного эфира нет, можно ограничиться промывкой маномет-
ров абсолютным спиртом.
После промывки манометры высушивают током воздуха. Надо снять
резиновую трубку с нижнего отростка манометра и неплотно заткнуть
его, а также шлиф манометра ватой. При помощи резиновой груши про-
сасывают через манометр воздух до полного высушивания внутренних
стенок.
Резиновая трубка с нижнего отростка манометра после снятия стек-
лянной пробки тщательно протирается ватой с бензином для удаления
талька и грязи, затем многократно промывается горячей водой и просу-
шивается на воздухе.
Промытые и высушенные манометры прочно закрепляются на штативах.
Манометр не должен качаться в своем гнезде; чтобы избежать этого,
между манометром и шкалой штатива подкладывают кусочек пробки,
резинки или изоляционной ленты.
Заполнение манометра жидкостью Броди. Для
заполнения манометров служит так называемая жидкость Броди. В не-
большом количестве воды в мерной колбе на 500 мл растворяют 5.0 г
холеиновокислого натрия и 23.0 г чистого хлористого натрия, доливают
дистиллированной воды до метки (т. е. до объема 500 мл). Когда раство-
рение окончится, добавить в качестве консервирующего средства несколько
капель насыщенного раствора тимола до отчетливого запаха.
Жидкость Броди составлена с таким расчетом, чтобы давление столба
высотой в 10 000 мм соответствовало давлению ртутного столба в 760 мм
(1 атм.). Холеиновокислый натрий обеспечивает надлежащее поверхност-
ное натяжение раствора, хорошую смачиваемость стенок манометра и
легкую подвижность столбика жидкости.
Жидкость Броди наливают в резиновый резервуар, надевающийся
на нижний отросток каждого манометра. Резервуар делается из куска
резиновой трубки 7—9 см длиной, заткнутой снизу куском стеклянной
трубки, запаянной с обоих концов. Выше уже говорилось о способе про-
мывки этих трубок. Трубку наполняют жидкостью Броди до уровня,
отстоящего от верхнего края трубки на 2—2.5 см. После этого трубка
с жидкостью Броди надевается на нижний отросток манометра.
Вращением головки специального винтового зажима, укрепленного
внизу каждого штатива, можно варьировать давление на резиновую
трубку с жидкостью Броди и тем самым изменять уровень жидкости
в коленах манометра. Жидкость Броди наливается с таким расчетом,
чтобы уровень в манометре можно было опустить ниже 0 и поднять выше
деления 30.
Смазка шлифов и кранов. После монтажа промытого
манометра на штативе производится смазка крана и шлифа. Кран мано-
метра вынимают и на него наносят тонкий слой свежего ланолина. Осто-
рожными вращательными движениями кран притирается к втулке до
полного исчезновения на нем полос и пятен. Надо избегать излишней
смазки, так как она попадает в капилляр, вызывая необходимость раз-
борки и чистки крана. На шлиф манометра тоже наносят тонкий слой
ГАЗООБМЕН У РЫБ И ВОДНЫХ БЕСПОЗВОНОЧНЫХ
119
ланолина, и сосудикосторожно притирается к шлифу. Для равномерного
распределения смазки можно быстро провести шлиф через пламя спир-
товой лампочки.
Проверка герметичности системы. После мон-
тажа манометров необходимо проверить их герметичность и пригодность
для работы.
Для проверки герметичности спая центральной камеры («стаканчика»)
с дном сосудика в стаканчик наливают 0.3—0.4 мл какой-либо краски
(например, метиленовой синьки), а главная камера сосудика заполняется
8—10 мл воды. Если в воде через 1 час не появится следов краски, герме-
тичность спая считается достаточной.
Для проверки герметичности всей системы манометров в каждый
сосудик наливают по 10 мл дистиллированной воды. Планки с маномет-
рами вставляются в предназначенные для них гнезда качающейся рамы
аппарата так, чтобы сосудики погрузились в воду. Включается подогрев,
перемешивание и терморегулятор. После достижения заданной темпера-
туры в ванне (например, 20°) включают качающий механизм и добиваются
постоянной температуры в водяной бане способом, указанным в разделе’
«Контроль за температурой водяной бани».
Через 10—15 мин. (необходимых для выравнивания температуры воды
в ванне и в сосудиках) уровень жидкости Броди во всех манометрах
опускается до нуля при открытых кранах манометров. Для выполнения
этой операции необходимо на несколько минут выключить качающий
механизм. Спустя 30 мин. нужно закрыть краны манометров и поднять
уровень жидкости Броди в левой трубке каждого манометра до деления
20 или 25. В результате в правой трубке и в сосудике создается повышен-
ное давление, равное разности уровней жидкости в правом и левом коле-
нах манометра (в мм столба жидкости Броди). Высоту обоих уровней и
атмосферное давление записывают и снова включают качающий механизм.
Опыт продолжается 2 часа, после чего выключают качающий аппарат
и приводят уровень жидкости в правых трубках к исходной величине.
Записывают атмосферное давление и уровень жидкости Броди в левых
трубках. Последний не должен отличаться от исходного уровня (в начале
опыта) более чем на 2 мм, в противном случае манометр непригоден для
работы до тех пор, пока не найдены и не устранены причины его недо-
статочной герметичности.
Калибровка сосудиков. Каждый сосудик с манометром
нуждается в калибровке, т. е. в определении рабочего объема.
Рабочим объемом называют объем пустого сосудика вместе с частью
объема манометра до определенного деления шкалы, принимаемого за ра-
бочую точку. Обычно в качестве рабочей точйи принимается деление
15. При переходе от одной рабочей точки к любой другой калибровку
необходимо производить заново.
Удобнее всего производить калибровку водным манометрическим спо-
собом. Сущность его состоит в том, что воздух в рабочем объеме сосудика
сжимается путем подъема уровня жидкости Броди в манометре на опре-
деленную величину (от исходной точки до рабочей). Затем рабочий объем
сосудика искусственно уменьшается на определенную величину добавле-
нием воды в сосудик. Воздух, находящийся в этом уменьшенном объеме,
снова сжимается поднятием жидкости Броди. По разности уровня мано-
метра при сжатии двух различных объемов воздуха определяют рабочий
объем сосудика.
Практически калибровка производится следующим образом:
120
Е. А. ВЕСЕЛОВ
1. Хорошо вымытый и высушенный сосудик держат несколько секунд
над химическим стаканом с кипящей дистиллированной водой, чтобы
несколько увлажнить стенки сосудика.
2. Определяют исходную точку для начала сжатия воздуха. Для раз-
ных сосудиков она может быть различна. Она выбирается исходя из того
условия, что в конце сжатия, когда уровень жидкости Броди в правом
колене находится в рабочей точке (деление 15), уровень жидкости в левом
колене должен быть выше не менее чем на 4—5 см. В сосудик наливают
мерной пипеткой 10—15 мл воды.1 Уровень в обоих коленах манометра
устанавливают (при открытом кране) на деление, предварительно вы-
бранное в качестве исходной точки (например, 6). Закрыв кран манометра,
поднимают уровень жидкости в правом колене до рабочей точки (деление
15). Если уровень жидкости в левом колене превышает уровень ее в пра-
вом на 4—5 см, выбор исходной точки считается удачным. Если превышение
недостаточно, выбирается новая исходная точка (например, деление 4)
и снова определяется разность уровней при сжатии воздуха в сосудике
ит. д., до тех пор, пока не будет найдена исходная точка, удовлетвори-
тельная для данного манометра.
3. Устанавливают уровень жидкости Броди немного ниже исходной
точки и оставляют на 30 мин., чтобы дать стечь жидкости, оставшейся
на стенках капилляра.
4. Уровень жидкости в правом и левом коленах устанавливают на
исходной точке, закрывают кран и поднимают уровень жидкости в правом
колене до рабочей точки (деление 15). Отмечают превышение левого
уровня с точностью до 0.5 мм. Измерение надо повторить 2—3 раза и
определить среднее превышение (h^).
5. Снять манометр с качающей рамы и долить в сосудик еще 4—5 мл
(а) дистиллированной воды. Снова измерить превышение левого уровня
(Л2), так же как в пункте 4.
На основании найденных величин ht и /г2 вычисляется рабочий объем
сосудика (Уо в куб. мм) по формуле:
Помимо указанного манометрического водного способа калибровки
сосудов, существует более точный манометрический ртутный и весовой
ртутный способы, на которых мы не будем останавливаться (см.: Чепинога,
1939).
Вычисление константы сосуда. Для каждого сосу-
дика определяется константа (X) — число, указывающее на изменение
давления газа при данной температуре и давлении в 10 000 мм жидкости
Броди. Имеется в виду весь газ, как находящийся в газовом пространстве
сосудика, так и растворенный в жидкости, находящейся в сосудике.
Для кислорода константа (Хо2) вычисляется по формуле:
к _ V2 — 273 . Fi-а
°’- (273 + z0)p -Г р ’
где V\ — объем жидкости в миллиграммах, помещенной в сосуд для опре-
деления дыхания (например 5.0 мл воды-(-0.2 мл 5 %-го раствора КОН =
1 Если объем сосудика больше 20 мл, прибавляют 15 мл воды, если меньше 20 мл,
прибавляют 10—12 мл. Вообще сосудики необходимо заполнять водой приблизительно
наполовину.
ГАЗООБМЕН У РЫБ И ВОДНЫХ БЕСПОЗВОНОЧНЫХ
121
5.2 мл); У2— объем газа (V2= ^г); 273 — абсолютный нуль; t° —тем-
пература, при которой происходит опыт; р — атмосферное давление,
равное 10 000 мм жидкости Броди или 760 мм ртути; а — растворимость
газа в воде при данной температуре (адсорбционный коэффициент Бун-
зена).1
При работе с измененной температурой или с иным количеством жид-
кости в сосудиках надо заново вычислять константу каждого сосудика.
Контроль за температурой водяной бани
Наблюдение за температурой осуществляется с помощью двух термо-
метров, вмонтированных в поперечную или продольную планку водяной
бани.
Для более грубого контроля служит нормальный водный термометр,
имеющий шкалу от —5 до +35—40°, с делениями до 0.1°. Для более
точного определения температуры применяется термометр Бекмана.
Термометр Бекмана нуждается в настройке, для того чтобы уровень
ртути при температуре опыта находился примерно в середине шкалы.
Для этого в фарфоровой чашке нагревают или охлаждают воду до темпе-
ратуры опыта и погружают в нее настраиваемый термометр. Если уровень
ртути оказывается значительно ниже середины, то нагреванием шарика
термометра (в руке или очень осторожно в токе теплого воздуха над
спиртовкой) добиваются подъема ртути до верхнего колена капилляра.
Переворачиванием термометра добиваются соединения ртути в капил-
ляре с ртутью запасного резервуара. Удерживая термометр в наклонном
положении, надо дать возможность перейти необходимому дополнитель-
ному количеству ртути из резервуара в капилляр. После этого легким
встряхиванием термометра открывают капиллярный ртутный столбик
от ртути в верхнем резервуаре. Термометр снова погружают в ванну
с водой при температуре опыта. В случае надобности операция повторяется
снова. Если ртути оказывается слишком много, то избыток ее такой же
операцией перегоняется в резервуар.2
Система регуляции температуры водяной бани аппарата Варбурга
рассчитана для работы при температуре выше комнатной, так как регули-
рование производится благодаря искусственному подогреву воды (электри-
ческим подогревателем) и естественному охлаждению ее под действием
окружающей комнатной температуры. Поэтому при работе с низкими
температурами (0—10°) необходимо, чтобы температура в рабочем по-
мещении, где установлен аппарат Варбурга, поддерживалась на уровне
более низком, чем температура опыта. В противном случае приходится
прибегать к охлаждению водяной бани добавлением выдержанной на
льду холодной воды; это неудобно и не дает точных результатов.
Регулирование температуры водяной бани производится следующим
образом. Прежде всего надо решить, при какой температуре будет про-
водиться опыт. Затем, включив основной подогрев, следят по обычному
нормальному водному термометру за температурой ванны. Когда она
повысится до величины, примерно на 0.5° ниже требуемой, выключают
основной подогрев и опускают в ртуть регулируемый электрод в капил-
1 Таблица растворимости О2 в воде имеется в книге «Спутник химика», II,
стр. 350, М., 1935.
2 Подробнее о регулировке термометра Бекмана см.: Оствальд, Лютер,
Друккер. Физико-химические измерения, 12. 1935.
122
Е. А. ВЕСЕЛОВ
ляре терморегулятора. Затем следят за температурой воды по термометру
Бекмана; когда она достигнет требуемой величины, закрывают кран тер-
морегулятора. Регулируемый электрод поднимают до образования не-
большого зазора с ртутью (1.5—2 мм) и включают качающий механизм.
Если в процессе работы необходимо понизить температуру ванны, регу-
лируемый электрод опускается в ртуть. Для повышения температуры
ванны электрод поднимается над уровнем ртути. В хорошо отрегулиро-
ванном аппарате колебания температуры водяной бани не превышают
0.02°.
Впрочем, для многих гидробиологических и ихтиологических работ
нет нужды в такой точной регулировке, так как колебания температуры
в 0.5—1.0° не имеют решающего значения.
Определение потребления кислорода
После подготовки подопытного материала (икры, личинок или мальков
рыб, мелких беспозвоночных и т. д.) в сосудики наливают градуированной
пипеткой точно отмеренное количество воды (около Уг части объема
сосуда), а в пробирочку для щелочи — 0.2—0.3 мл п%-го раствора КОН.
Поместив в воду исследуемые объекты, прикрепляют сосуды к манометрам
и вставляют последние в гнезда в качалке аппарата. Нагрев водяной
бани регулируется заранее. Фиксируется время погружения первого
сосудика в водяную баню. Через 15 мин. производится первый отсчет
манометров. Дальнейшие отсчеты повторяются, в зависимости от целей
исследования, через каждые 5—10—15—30 мин.
В одном из сосудиков (обычно № 1) живой материал не помещают;
этот манометр служит термобарометром. Он фиксирует колебания тем-
пературы воды и атмосферного давления, не зависящие от газообмена
исследуемых объектов.
Снятие отсчетов производится следующим образом. Перед началом
опыта уровень жидкости Броди в правом колене манометра устанавли-
вается на рабочей точке (деление 15). Диаметры капилляров левого и
правого колен могут незначительно отличаться друг от друга и иметь
неодинаковую смачиваемость, поэтому уровни в правом и левом коленах
могут быть неодинаковы. Перед началом опыта надо записать уровень
жидкости в левом колене. Для снятия отсчета останавливают качающий
механизм. Изменившийся в ходе опыта уровень жидкости в правом колене
доводят до рабочей точки и записывают уровень жидкости в правом колене.
В журнале (табл. 3) регистрируют: 1) время начала отсчета (в этот
момент качалка останавливается); 2) показания левого колена термо-
барометра и всех манометров в миллиметрах (горизонтальная графа б);
3) изменение показаний термобарометра в интервале между предыдущим
и данным измерением (в миллиметрах со знаком + или —); 4) разность
между предыдущим и данным показанием каждого манометра, с поправ-
кой термобарометра (горизонтальная графа а).
Пример. Опыт начат в 13 ч. 10 м., интервалы между отсчетами
15 мин. Показание термометра: в 13 ч. 25 м. 230 мм, в 13 ч. 40 м. 232 мм
(поправка +2 мм); в 13 ч. 55 м. 231.5 мм (поправка —0.5 мм). Показания
манометра № 4: в 13 ч. 25 м. 238 мм; в 13 ч. 40 м. 206.5 мм [разность = (238—
206.5)+2=33.5 мм]; в 13 ч. 55 м. 184.5 мм [разность=(206.5—184.5) —
—0.5=21.5 мм].
Суммировав все разности по отсчетам, произведенным в течение
60 мин. (с момента первого отсчета), можно использовать эту величину
ГАЗООБМЕН У РЫБ И ВОДНЫХ БЕСПОЗВОНОЧНЫХ
123
Таблица 3
Схема журнала для записи отсчетов по определению потребления О2
с помощью аппарата Варбурга
Начало опыта 13 ч. 10 м. 25.0°
Время Объект
№ сосуда 2 3 . 4 ; ।
Сухой вес объекта
К Ог сосуда Показания термометра
13 ч. 25 м. а
б
13 ч. 40 .w. а
б
13 ч. 55 м. а
б
14 ч. 10 м. а
б
14 ч. 25 м. а
б
для определения потребления кислорода в кубических миллиметрах на
1 г живого веса исследуемого объекта. Вычисление производится по фор-
муле:
= £о^
где Q — потребление О2 в куб. мм на 1 г живого веса в 1 час; Ког — коэф-
фициент данного сосудика для кислорода; V — сумма разностей отсчетов
манометра за 1 час в мм; т — живой вес исследуемых объектов в г.
В некоторых случаях возникает необходимость выразить потребление
02 в куб. мм на единицу сухого веса исследуемого объекта, тогда вместо
живого веса (т) подставляют в формулу сухой вес (тс).
Рекомендуется ставить одновременно не менее 2—3 параллельных
определений при одних и тех же условиях. Расхождение в результате
не должно превышать +5%.
В некоторых случаях постановка опытов требует предварительного
заполнения сосудиков чистым газом (например, кислородом или азотом)
или определенной газовой смесью. Для этого на отводную трубку сосуда,
служащего источником газа (газовый баллон, газометр и т. п.), одевается
резиновая трубка, соединенная с газовым затвором. Последний служит
для контроля за прохождением газа и представляет собой обыкновенную
герметически закрытую склянку с входным и выходным стеклянными
124
Е. А. ВЕСЕЛОВ
кранами. Входной кран соединен со стеклянной трубкой, конец которой
опущен в дистиллированную воду. Отводящая трубка затвора соединяется
каучуковой трубкой с правым коленом манометра.
ЛИТЕРАТУРА
Асатиани. Руководство по биохимической методике. Грузмедгиз, 1939.
Белоусов Н. О. О дыхательных движениях у рыб. Тр. Общ. испыт. прир.
при Харьковск. унив., XXXV, 1900.
Веселов Е. А. Влияние солености на газообмен рыб. Зоолог, журн., 38, 1,
ВинбергГ. Г. К методике изучения дыхания капиллярреспиратором. Биолог,
жури., 4, 6, 1935.
Ермаков Н. В. и Н. Б. Медведева. Поглощение кислорода у нормаль-
ных и кастрированных рыб. Исследования над голубым окунем:. Мед. журн.
АН УССР, 4, 2, 1934 (на укр. языке).
Зеленкова-Перфильева М. В. К методике определения растворенного
в воде кислорода из малых количеств в лаборатории и в природе. Микробиолог, журн., 9
1, 1929.
Иванова М. Г. Дыхание различных видов рыб Москва-реки района Звени-
города. Уч. зап. Моск. гос. унив., 33, гидробиолог., 1939.
И в л е в В. С. Влияние температуры на дыхание рыб. Зоолог, журн., 17, 4, 1938.
Иордан Г. Практикум сравнительной физиологии. Биомедгиз, 1934.
КоржуевП. А. Кислородный порог мальков осетровых рыб. Изв. АН СССР,
сер. биолог., 2, 1941.
Морозова Т. Е. Изменение дыхания развивающихся эмбрионов и личинок
азовского анчоуса под влиянием различной солености морской воды. Уч. зап. Моск,
гос. унив., 33, гидробиолог., 1939.
Поляков Ю. Д. Новый прибор для автоматической регистрации дыхания
мелких животных (микрореспирограф). Тр. Моск. техн. инет. рыбн. хоз. и пром.,
2, 1932.
Поляков К). Д. Новый прибор для измерения потребления кислорода мел-
кими животными. Докл. АН СССР, XIV, 5, 1937.
Поляков К). Д. Суточный ритм поглощения кислорода мальками линя. Бюлл.
Моск. общ. испыт. прир., отд. биолог., XI, 1940.
Правдин И. Ф. Руководство по изучению рыб. Изд. Лен. гос. унив., 1939.
Привольнев Т. И. Изменение дыхания в онтогенезе рыб. Изв. Всесоюзн.
н.-иссл. инет, озерн. и речи. рыбн. хоз., XXV, 1, 1947.
Строганов Н. С. К акклиматизации гамбузии в северных широтах. 1-е со-
общение. Действие температуры на соотношение процессов газообмена и азотистого
обмена у гамбузии. Уч. зап. Моск. гос. унив., 33, гидробиолог., 1939.
Строганов Н. С. Физиологическая адаптация и газообмен у рыб. Докл.
АН СССР, XXVIII, 8, 1940.
ТалиевД. Н. и Е. А. Коряков. Потребление кислорода байкальскими
Cottoidei. Докл. АН СССР, VIII, 8, 1947.
Т а у с о н А. О. Влияние некоторых компонентов сточных вод на дыхание рыб.
Уч. зап. Молотовск. гос. унив., V, 1, 1948.
Харченко Л. Н. Дыхание у язей и его зависимость от возраста, температуры
и концентрации в воде кислорода. Уч. зап. Уральск, гос. унив., 10, 1949.
Чепинога О. П. Техника определения дыхания животных тканей по методу
Варбурга. Бктмич. журн., XIII, 3, 1939.
Щербаков А. П. Новый ультрамикрометод измерения газообмена. Усп. совр.
биолог., XII, 1, 1940.
В е г t Р. Legon sur la physiologie comparee de la respiration. Paris, 1870.
Leiner M. Physiologie der Fischatmung. Leipzig, 1938.
Regnard P. La vie dans les eaux. Paris, 1891.
SchlaiferA. Studies in mass physiology: effect of numbers upon the oxygen
consumption and locomotor activity of Carassius carassius. Physiol. Zool., 11, 1938.
Schuett F. Studies in mass physiology. The effect of numbers upon the
oxygen consumption of fishes. Ecology, 14, 1933.
WesterlundA. Studien liber die Athembewegungen der Karausche mit beson-
derer Rucksicht auf den verschiedenen Gasgehalt des Athemwassers. Scand. Archiv
f. Physiol., 18, 1906.
Wunder W. Physiologie der Siisswasserfische Mitteleuropas. Handb. d. Binnen-
fischerei Mitteleuropas, herausgeg. v. Demmel und Mayer, II в (Кар. IV, Physiologie
d. Atmung), 1936.
Глава 47
МЕТОДЫ ИЗУЧЕНИЯ ОСМОРЕГУЛЯЦИИ У РЫБ И ВОДНЫХ
БЕСПОЗВОНОЧНЫХ
Е. А. ВЕСЕЛОВ
ВВЕДЕНИЕ
Наши познания об осмотическом давлении внутренней среды у рыб
и водных беспозвоночных скудны и имеют отрывочный характер. Неиз-
вестны границы колебания осмотического давления у отдельных видов.
Не выяснена связь этих колебаний с физиологическим состоянием орга-
низма. Слабо изучены механизм и пределы осморегуляции у рыб и основ-
ных групп водных беспозвоночных.
Между тем эти вопросы имеют большое теоретическое п практическое
значение. Их решение даст возможность более обоснованно подходить
к акклиматизации и интродукции беспозвоночных и рыб. Эксперименталь-
ный материал в этой области имеет большую ценность для ихтиологии
и рыбоводства, гидробиологии, экологии водных животных, зоогеографии
и сравнительной физиологии. Особенности осморегуляции водных бес-
позвоночных и рыб могут сыграть важную роль при выяснении филогене-
тических отношений (Коштоянц и Коржуев, 1936; Коржуев, 1938а, 19386;
Флоркэн, 1947).
Процесс осморегуляции имеет длительную эволюционную историю.
Регуляция водного и солевого состава внутренней среды организма
осуществляется у различных систематических и экологических групп
водных животных по-разному — в зависимости от совершенства и струк-
туры осморегуляторных аппаратов (кожи, органов дыхания, экскреторных
органов). Помимо ароморфного изменения осморегуляторных органов,
наблюдается экологическая дивергенция (идиоадаптация) к различным
условиям внешней среды. Осмотические отношения весьма различны
у пресноводных, солоноватоводных и морских форм.
Эволюцию осморегуляции по ее значению можно сравнить с возникно-
вением теплокровности и развитием терморегуляции у высших наземных
позвоночных (Рубинштейн, 1932; Коштоянц, 1940). Детальное изучение
этого процесса в онтогенетическом и филогенетическом разрезе представ-
ляет исключительный интерес.
Однако этим не исчерпывается теоретическое и практическое зна-
чение изучения осморегуляторных процессов.
Известно, что существует определенная зависимость между осмоти-
ческим давлением внешней среды, осморегуляцией и интенсивностью
окислительных процессов у водных организмов (Тарусов, 1927; Schlieper,
126
Е. А. ВЕСЕЛОВ
1935, 1936; Скадовский, 1939; Веселов, 1949). Небольшое повышение
солености внешней среды вызывает у рыб повышение газообмена и усиле-
ние роста (Брюхатова, 1939; Веселов, 1949). Этот факт открывает перед
нами перспективу искусственного воздействия на наследственную при-
роду рыб, их темп развития, роста и полового созревания путем воспитания
мальков и молоди в условиях измененной солености внешней среды.
В свете этих соображений приобретает большое значение освоение
возможно большим числом ихтиологических и гидробиологических ла-
бораторий методов изучения осморегуляции водных животных.
МЕТОДЫ ОПРЕДЕЛЕНИЯ ОСМОТИЧЕСКОГО ДАВЛЕНИЯ ВНЕШНЕЙ
И ВНУТРЕННЕЙ СРЕДЫ
Общие понятия об осмотическом давлении растворов и принципах
его определения
Осмотические явления возникают в тех случаях, когда растворы,
имеющие различную концентрацию осмотически активных веществ, от-
делены друг от друга перепонкой, обладающей в той или иной мере свой-
ствами полупроницаемости.
Полупроницаемой перепонкой называют такую перепонку, которая
свободно пропускает молекулы растворителя, но не пропускает молекулы
растворенного вещества.
Допустим, что у нас имеется сосуд А (фиг. 1), в верхней части которого
имеется свободно движущийся поршень, а дно образовано прочной полу-
Фиг.1. Схема осмо-
тической работы.
Объяснение в тек-
сте.
проницаемой перепонкой. Если нальем в сосуд А рас-
твор сахара (например, глюкозы) и поместим его в чис-
тую воду (сосуд Б), то в этой системе возникнут осмо-
тические процессы. Между раствором и чистым рас-
творителем, отделенными полупроницаемой перепонкой,
будет происходить движение молекул растворителя.
Так как молекулы растворенного вещества не спо-
собны проникать через поры полупроницаемой пере-
понки, то количество молекул растворителя, соприка-
сающихся в каждый данный момент с полупроницаемой
перепонкой со стороны, омываемой раствором, будет
меньше, чем со стороны, омываемой чистым раствори-
телем. Поэтому количество молекул воды, проникаю-
щих через перепонку из сосуда Б в сосуд А, больше
числа молекул, проникающих в обратном направле-
нии, из сосуда А в сосуд Б. В результате в сосуде А
возникнет давление, которое называют осмотическим.
Оно будет возрастать до тех пор, пока интенсивность
движения молекул растворителя через полупроницаемую
перепонку не окажется одинаковой в обоих направлениях. Поршень в при-
боре будет подниматься и тем самым совершать известную работу. Мы мо-
жем определить величину осмотического давления раствора (Боем.),
уравновешивая его грузом, помещаемым на наружную площадку поршня.
Из сказанного ясно, что выражение «осмотическое давление раствора»
надо понимать в том смысле, что данный раствор способен развить соот-
ветствующее давление, если он будет находиться в замкнутом простран-
стве, отделенном от чистого растворителя полупроницаемой перепон-
кой.
ОСМОРЕГУЛЯЦИЯ У РЫБ И ВОДНЫХ БЕСПОЗВОНОЧНЫХ
127
В животных и растительных организмах осмотические явления играют
большую роль в распределении вещества внутри организма и в обмене
веществ между организмом и внешней средой, в особенности у водных
животных. В связи с этим приобретает большое значение определение
осмотического давления внешней среды (воды) и внутренней среды (крови,
лимфы, гемолимфы, тканевых и клеточных соков) водных животных.
В биологической практике прямыми измерениями осмотического дав-
ления с помощью осмометра не пользуются, а применяют косвенные ме-
тоды, основанные на законах осмоса.
Вант-Гофф на основании исследований Траубе, Пфеффера и Гуго
де Фриза установил закон, который гласит: «Осмотическое давление
имеет ту же величину, что и газовое давление, которое произвело бы
растворенное вещество, если бы оно находилось в виде газа в том же
самом объеме, в котором оно содержится в растворенном виде».
Следовательно, закон Бойля и Гей-Люсака действителен и для осмо-
тического давления:
PV=RT, (1)
где Р — давление газа в атмосферах, V — объем в литрах, Т — абсо-
лютная температура и Г?.— газовая постоянная, которая равна 0.0821 литр-
атмосферы для 1 грамм-молекулы.
Для m грамм-молекул мы можем написать:
PV = mRT-, (2)
отсюда:
P=RT~. (3)
Так как мы имеем дело не с газовым, а с осмотическим давлением,
>П „ „ ,
то у равно соответствующей молярной концентрации раствора (коли-
чество грамм-молекул растворенного вещества в 1 л растворителя),
а Р соответствует Роем, в атмосферах.
Таким образом:
Роем. = RTC. ' (4)
Эта формула и является выражением закона Вант-Гоффа. Но фор-
муле можно вычислить, например, что осмотическое давление 1 моля глю-
козы (1 грамм-молекула в 1 л, т. е. 180 г/л) или любого другого неэлектро-
лита составляет при 0° (Р=273°) 22.4 атм. Справедливость теоретических
расчетов подтверждается экспериментальными данными.
Так же как закон Бойля действителен лишь для разреженных газов
и требует поправки, которая дана в уравнении Ван-дер-Ваальса, так
и закон Вант-Гоффа вполне применим лишь к разбавленным растворам,
а. при повышении концентрации нуждается в поправке.
Уравнение Ван-дер-Ваальса дает поправку на объем самих молекул
газа и на действующие между ними силы. Вместо всего объема, занимае-
мого газом (Г), в уравнение введен объем, свободный для движения моле-
кул, который меньше первого на некоторую величину (6). Вторая по-
правка учитывает силу притяжения, действующую между двумя
молекулами. Она стремится сблизить молекулы газа, суммируясь с внеш-
128
Е. А. ВЕСЕЛОВ
ним давлением. Уравнение Ван-дер-Ваальса, приближенно выражающее
свойства газа при всех условиях, приложимо и к растворам:
(P + fy-(V-b)=RT. (5)
Разбавленные растворы достаточно точно следуют простым газовым
законам. В более концентрированных растворах нельзя пренебрегать
взаимодействием молекул растворенного вещества и особенно занимаемым
им объемом.
Наибольшее значение имеет поправка на объем, занимаемый молеку-
лами растворенного вещества, т. е. замена всего объема раствора (У)
объемом, который остается для движения молекул (У — Ь).
При изготовлении растворов с заранее заданным осмотическим дав-
лением (как это иногда бывает необходимо в ходе экспериментов) можно
применять простой технический прием, вводящий поправку без всяких
дополнительных вычислений.
Обычно для получения молярной концентрации С растворяют С мо-
лей вещества и доводят объем раствора до 1 л. Свободный объем в этом
случае меньше 1 л и приблизительно равен объему растворителя. Если
изменить способ приготовления раствора и к С грамм-молекулам вещества
прибавить 1 л (или кг) воды, мы механически вводим нужную поправку
У — Ь. Это будет раствор, имеющий молярность по весу (а не по объему,
как в предыдущем случае).
Указывая концентрацию того или иного раствора, всегда следует
во избежание недоразумений упоминать, весовые или объемные единицы
имеются в виду.
Существуют следующие способы обозначения концентрации (Рубин-
штейн, 1940):
Состав раствора Концентрация
С г вещества в 100 куб. см раствора ....... С% (объемных) и
С г вещества прибавлено к 100 г
растворителя...................................С % (весовых)
С молей вещества в 1 л раствора................С мол. (объемных)
С молей вещества прибавлено к 1000 г
растворителя...................................С мол. (весовых)
Следует иметь в виду, что осмотические явления возникают лишь в том
случае, когда существует разность скоростей диффузии растворенных ве-
ществ через перепонку. Закон Бант-Гоффа и уравнение Ван-дер-Ваальса
имеют силу только тогда, когда одна из этих скоростей равна нулю. Это
соображение особенно важно для биологических исследований, так как
в организме идеальных условий для полного проявления этих законов,
разумеется, не существует.
Помимо указанных выше поправок, необходимо учитывать еще один
фактор — диссоциацию молекул растворенного вещества на ионы. Осмо-
тическое давление растворов пропорционально количеству частиц (мо-
лекул, ионов) растворенного вещества. В растворах электролитов все
молекулы или часть их (в зависимости от свойств электролита и концен-
трации раствора) диссоциированы на ионы. Поэтому количество осмоти-
чески активных частиц в растворах электролитов всегда больше, чем
в растворах неэлектролитов, Имеющих такую же молярную концентра-
цию. Осмотическое давление растворов электролитов зависит не только
от молярной концентрации, но и от коэффициента электролитической дис-
социации.
ОСМОРЕГУЛЯЦИЯ У РЫБ И ВОДНЫХ БЕСПОЗВОНОЧНЫХ
129
У неэлектролитов наблюдается хорошее совпадение между величиной
осмотического давления, вычисленной теоретически и найденной экспери-
ментально. У электролитов экспериментально определенная величина
всегда выше вычисленной по формуле Клапейрона (PV-RT).
Вант-Гофф предложил характеризовать осмотическую активность
раствора коэффициентом, равным отношению измеренного осмотического
давления к вычисленному (коэффициент Вапт-Гоффа):
• = ^ос.м. ИЗИ. _ (6)
*осм. выч.
У электролитов коэффициент i всегда больше единицы, что объяс-
няется диссоциацией молекул растворенного вещества на ионы. Отно-
шение диссоциированных молекул к общему числу
молекул растворенного электролита и называют
степенью диссоциации (а). Величина а может при-
нимать различное значение, между 0 (отсутствие
диссоциации) и 1 (полная диссоциация всех мо-
лекул). Степень диссоциации электролитов воз-
растает с уменьшением концентрации. В сильно
разбавленных растворах все молекулы электроли-
та распадаются на ионы. Таким образом, причина
повышенного осмотического давления растворов
электролитов по сравнению с вычисленным заклю-
чается в увеличении числа свободно движущихся
частиц благодаря электролитической диссоциации:
i = l+a. (7)
Эта формула справедлива для бинарных элек-
тролитов (например, NaCl). В общей форме для моле-
кул, распадающихся на п ионов, находим:
i= 1 -|- (п— 1) а.
Фиг. 2. Схема осмо-
метра.
(8)
Подставляя в эти уравнения значение коэффициента Вант-Гоффа (6),
можно вычислить а.
Вычисление осмотического давления на основании приведенных
выше теоретических соображений возможно только для чистых растворов,
если известны химический состав и концентрация растворенных веществ,
а также степень их электролитической диссоциации. Для биологических
жидкостей (кровь, лимфа, тканевые соки, моча и т. д.) точное вычисле-
ние практически невозможно, поэтому приходится прибегать к экспери-
ментальному определению.
Методы прямого определения осмотического давления растворов с по-
мощью осмометров различной конструкции (фиг. 2) сложны и применя-
ются лишь для специальных работ в области физической химии. Прин-
цип прямого определения осмотического давления используют в биоло-
гических исследованиях лишь в весьма измененном виде, когда вместо
осмометра служат растительные или животные клетки (клетки листа
элодеи или традесканции, эритроциты позвоночных животных и т. д.).
В этом случае сравнивают изменения, происходящие в клетках-осмо-
метрах под действием исследуемого раствора, с контрольными клет-
ками, которые подвергаются воздействию стандартных растворов с из-
вестным осмотическим давлением (плазмолитические и плазмометрические
методы).
9 Жизнь пресных вод, т. IV, ч. 2
130
Е. А. ВЕСЕЛОВ
В практике биологических исследований чаще всего прибегают к кос-
венным методам определения осмотического давления, которые основаны
на зависимости, существующей между осмотическим давлением раствора
и другими его физико-химическими свойствами, как например упругость
паров (тензиметрические методы) и понижение точки замерзания (крио-
скопические методы).
Выбор метода исследования (криоскопического, тензиметрического,
плазмометрического) зависит от объекта и задач исследования и в особен-
ности от количества исследуемой жидкости, которое можно иметь в своем
распоряжении.
Наиболее точным и распространенным является криоскопический
метод, основанный на способности осмотически активных веществ пони-
жать точку замерзания раствора пропорционально величине осмоти-
ческого давления раствора. Однако криоскопическая методика не всегда
применима в условиях полевой экспедиционной работы. Поэтому, не
ограничиваясь описанием криоскопического метода, мы останавливаемся
и на других методах определения осмотического давления биологических
жидкостей.
Методика взятия проб крови, лимфы, гемолимфы и тканевых соков
у рыб и беспозвоночных для определения осмотического давления
Единых методов взятия пробы внутренней среды не может быть из-за
.разнообразия строения и размеров объектов исследования.
Основные требования к методике: проба должна быть чистой, не раз-
бавленной водой, не загрязненной слизью и другими примесями; сам
процесс взятия пробы не должен вызывать изменения осмотического
давления исследуемой жидкости.
Взятие крови у рыб
Кровь рыб легко свертывается. Предполагается, что быстрота сверты-
вания крови при кожных повреждениях связана с тем, что слизь рыб
содержит много тромбокиназы. Некоторое количество ее образуется,
цо-видимому, и при повреждении тканей (Пучков, 1941).
Применение таких предохранительных средств, как оксалатный или
цитратный растворы, недопустимо; это вызовет изменение осмотического
давления пробы. Зато без вреда для точности определений можно приме-
нять раствор синантрина в концентрации 1 : 1000. Употребление этого
средства дает возможность брать кровь из сердца даже при температуре
окружающего воздуха 30—40° (Рык, 1939). При более низкой темпера-
туре (до 10—12°) у некоторых рыб удается брать кровь без применения
противосвертывающих средств. Поэтому при взятии крови следует обеспе-
чить возможно более низкую температуру рабочего помещения (но не
ниже 0°).
Большое значение имеет чистота всей операции. Посуда, пипетки и
канюли для взятия крови должны быть тщательнейшим образом вымыты
(стекло — хромовой смесью, потом несколько раз дистиллированной
водой) и высушены. Необходимо следить, чтобы кровь в момент операции
не соприкасалась с поврежденными тканями и слизью.
. Кровь можно брать из сердца, из хвостовой артерии или из жаберных
сосудов.
ОСМОРЕГУЛЯЦИЯ У РЫБ И ВОДНЫХ БЕСПОЗВОНОЧНЫХ
131
Для взятия крови удобно использовать стеклянные канюли с рези-
новой трубкой, снабженной стеклянным наконечником, для насасы-
вания крови ртом (фиг. 3). Если рыба достаточно крупная и может дать
много крови (несколько кубических сантиметров), то канюля присоеди-
няется к стеклянному резервуару емкостью 10—50 мл.
А. Ф. Рык (1939) применял для взятия крови из сердца крупных
осетровых рыб прибор, изображенный на фиг. 4. Он состоит из пробирки
объемом 40—50 мл с притертой стеклянной пробкой и с двумя колено-
образно изогнутыми трубками. Одна из них (А) опущена почти до дна
пробирки, на противоположный конец ее надета игла шприца. Конец
второй трубки (Б) входит в пробирку на глубину 2 см, а на другой ее
конец надевается отводная резиновая трубка. Диаметр обеих стеклянных
трубок 3—4 мм.
Перед употреблением прибора его внутренняя часть покрывается
тонким слоем очищенного парафина. Игла вводится в сердце, а через
Фиг. 3. Канюля для взятия крови у рыб.
А — оттянутый конец; Б — комочек ваты; В — каучу-
ковая трубка; Г — стеклянный наконечник.
Фиг. 4. Прибор для взятия
крови у рыб.
Объяснение в тексте.
отводную трубку кровь засасывается ртом в пробирку. Иногда отводной
трубкой можно не пользоваться, так как кровь в результате сокращений
сердца сама нагнетается в пробирку. У осетровых длиной 120—200 см
таким путем легко взять до 100 мл крови.
Канюли изготовляются из легкоплавкой стеклянной трубочки, пред-
варительно тщательно промытой: а) хромовой смесью, б) 5—8 раз дистилли-
рованной водой. Стенку канюли следует парафинировать. Для этого
в канюлю насасывается ртом, с помощью резиновой трубки со стеклян-
ным наконечником, расплавленный парафин до уровня на 2—3 см нижё
верхнего конца канюли и быстро выдувается обратно. Капиллярный
конец канюли следует осторожно запаять на пламени спиртовой лампочки,
верхний конец закрывается маленьким томпоном чистой ваты для пре-
дохранения внутренней части канюли от загрязнения. Необходимо за-
ранее заготовить запас канюль. Для предохранения от пыли хранить
их следует в закрытой коробке или стеклянном цилиндре. Перед работой
запаянный кончик канюли обламывается, а на толстый конец ее наде-
вается резиновая трубка, соединенная с наконечником или с резервуаром
(фиг. 3 и 4). Для каждой пробы берут свежую канюлю.
При работе с крупной рыбой можно пользоваться и обычными рекор-
довскими шприцами, хотя они менее удобны. После каждой пробы тре-
буется тщательная промывка шприца дистиллированной водой и спиртом.
Для взятия крови прямо из сердца вскрывают полость тела, сделав
разрез ножницами или скальпелем в области между грудными плавниками'.
S*
132
В. А. ВЕСЕЛОВ
Разрезают перикардий, обнажают сердце, и прокалывают желудочек
острием канюли или иглой шприца.
Дрилон и Пора (Drilhon et Рога, 1936) применили при взятии крови
из сердца карпа специальный станок для закрепления тела рыбы в не-
подвижном состоянии (фиг. 5). В стенке тела рыбы вырезается спе-
циальное окошечко, чтобы обнажить сердце (фиг. 6). К сердцу подво-
дится кусок широкой парафинированной стеклянной трубки, который
необходимо закрепить на месте. Когда все приготовления окончены,
стенка сердца разрезается тонкими анатомическими ножницами, введен-
ными в стеклянную трубку. Кровь собирают в парафинированный мерный
Фиг. 5. Станок для закрепления рыбы при взятии кро-
ви из сердца. (По Drilhon et Рога, 1936).
цилиндр (фиг. 5). Взбалтывая кровь стеклянной палочкой, можно ее
дефибринировать. От карпов 400—1000 г таким путем можно получить
по 8—10 мл крови.
Для получения крови из хвостовой артерии поступают следующим
образом. Голова и туловище рыбы заворачивается в полотенце или тряпку.
Работу удобнее производить вдвоем: один человек держит рыбу, другой
собирает кровь. Быстрым движением острого скальпеля или ножа отре-
зается задняя часть хвостового стебля. Канюля или игла шприца быстро
вводится в хвостовую артерию. После этого рыбу надо держать верти-
кально, хвостовым стеблем вниз; такое положение обеспечит больший
приток крови в канюлю.
Указанные способы имеют тот недостаток, что рыба после взятия
крови погибает. Длительные наблюдения за одними и теми же экземпля-
рами рыбы, с повторным взятием крови — исключены. Н. В. Пучков
(1941) предложил иной метод, который позволяет получать большое
количество крови, не требует умерщвления рыбы и не вызывает обильного
кровотечения, которое приводило бы к гибели подопытных экземпляров.
ОСМОРЕГУЛЯЦИЯ У РЫБ И ВОДНЫХ БЕСПОЗВОНОЧНЫХ
133
Рыба фиксируется брюшной стороной вверх в специальном станке, со-
стоящем из двух параллельных дощечек, укрепленном на прочном ос-
новании. Препаровальной иглой прокалывается кожа позади анального
плавника, по средней линии тела. Через проделанное отверстие осто-
рожно вводится топко оттянутый
почувствуется сопротивление тела
проходит на вентральной сто-
роне позвоночника. Легким
вращательным движением ка-
нюли прорезается стенка, и
кровь начинает немедленно по-
ступать в канюлю (фиг. 7).
Другой способ, пригодный
для многократного взятия кро-
ви у одних и тех же экземпля-
ров рыб, — это получение кро-
ви из жаберной артерии. При-
открывается жаберная крышка,
и острие канюли вводится в жа-
берную артерию первой жабер-
ной дуги. Кровь насасывают
ртом, через резиновую трубку
с наконечником. Чтобы ско-
рее приостановить кровотече-
пока не
Ствол хвостовой артерии
колец канюли, до тех пор,
позвонка.
Фиг. 6. Взятие крови из сердца рыбы.
(По Drilhon et Рога, 1936).
ние, необходимо ополоснуть пораненную жабру несколько раз дистиллиро-
ванной водой из обыкновенной химической промывалки. Таким путем
нам удавалось брать кровь по 2—3 раза в неделю у одних и тех же эк-
Фиг. 7. Взятие крови у рыб из хвостовой
артерии. (По Пучкову, 1941).
земпляров, даже у сравнитель-
но мелких рыб с длиной тела
9—15 см (Веселов, 1936, 1950).
При любом методе взятия
крови надо наблюдать за тем,
чтобы к пробе крови не приме-
шивалось ни одной капли воды.
Для этого следует подсушить
место предполагаемого укола
(жабр, сердца и т. д.) филь-
тровальной бумагой или гигро-
скопической ватой.
Кровь, взятую тем или иным
способом, переливают из каню-
ли или описанного выше при-
бора для взятия крови в про-
бирки. Размер пробирок за-
висит от количества крови. При работе с мелкими рыбами (с длиной
тела около 10—20 см) следует применять небольшие пробирочки, при-
готовленные из стеклянной трубки диаметром от 4 до 10 мм. Пробирки
должны быть чисто вымыты и парафинированы. Наполненные кровью
пробирки закрываются пробкой, чтобы предотвратить испарение плазмы.
После этого кровь центрифугируется для осаждения форменных эле-
ментов и нитей фибрина. Мелкие пробирки можно закрепить в стаканчике
центрифуги на корковой или каучуковой пробке. При пользовании
электрической центрифугой, дающей 3—4 тысячи оборотов в минуту,
134
Е. А. ВЕСЕЛОВ
центрифугирование занимает 15—20 мин. Сыворотка, отделившаяся от
форменных элементов и фибрина, осторожно сливается в пробирку
криоскопа. Если определение осмотического давления производится
другим способом, например микрокриоскопией или тензиметрическим
методом, необходимые для этого порции крови берут непосредственно
из пробирок, в которых происходило центрифугирование.
До момента определения осмотического давления сыворотку следует
сохранять в холодильном шкафу или в леднике, чтобы предотвратить
бактериальные процессы.
Наши опыты показали, что пробы крови можно некоторое время
сохранять на холоду, при температуре около 0°, таким образом, чтобы
депрессия плазмы не менялась. Для этого надо запаивать пробы крови
в ампулки объемом по 2—3 мл, изготовленные из кусочков стеклянной
трубки. Центрифугировать кровь можно прямо в ампулках.
Взятие проб внутренней среды у беспозвоночных
животных
Методика взятия проб может бесконечно варьировать, в зависимости
от размеров объекта и его анатомо-физиологических особенностей.
У громадного большинства беспозвоночных можно получить лишь
незначительное количество жидкостей внутренней среды (крови, ге-
молимфы, целолимфы, гидролимфы). В таких случаях для определения
осмотического давления приходится прибегать к микрометодам.
В большинстве случаев наиболее пригодна следующая методика.
Исследуемая жидкость внутренней среды набирается в канюлю, сде-
ланную из тонкостенной стеклянной трубки, имеющую тонко оттянутый
конец. Размеры канюли и ее диаметр зависят от размеров исследуемых
объектов. Взятие полостной жидкости червей, гемолимфы ракообразных
можно производить путем прокола канюлей стенки тела или после вскры-
тия полости тела. Кровь червей набирают из брюшного или спинного
сосуда.
Собранная жидкость переливается из канюли в пробирочки и подвер-
гается центрифугированию для осаждения взвешенных частиц и кле-
точных элементов, если они имеются. Затем прозрачная часть пробы
используется для определения осмотического давления.
Криоскопические методы
Температура замерзания водного раствора какого-либо вещества ниже
точки замерзания чистой воды, т. е. ниже 0°. Благден установил, что
понижение температуры замерзания раствора пропорционально кон-
центрации раствора, а Рауль — что оно не зависит от природы вещества,
а определяется количеством частиц растворенного вещества. Неэлектро-
литы в эквимолярной концентрации производят одинаковое понижение
температуры замерзания; для электролитов необходимо вводить поправку,
умножая концентрацию раствора на коэффициент Вант-Гоффа.
Одна грамм-молекула неэлектролита (например, глюкозы или саха-
розы), растворенная в воде, понижает точку замерзания раствора на 1.86°.
Эта величина получила название молекулярной депрессии (В). Пони-
жение точки замерзания обычно обозначается значком Д (греческая
ОСМОРЕГУЛЯЦИЯ У РЫБ И ВОДНЫХ БЕСПОЗВОНОЧНЫХ
135
«дельта», первая буква слова «депрессия»). На основании законов Благ-
дена и Рауля можно заключить, что
Р = . (1)
где М — молекулярный вес растворенного вещества, а т — его концен-
трация, выраженная в граммах на 1000 г растворителя.
Определив точку замерзания исследуемого раствора — депрессию Д,
можно вычислить суммарную осмотическую концентрацию растворен-
ных веществ (С):
<"==Е86'
Раствор, соответствующий по своей осмотической активности рас-
твору неэлектролита молярной концентрации, имеет при 0° осмоти-
ческое давление 22.4 атм. Осмотическое давление исследуемого рас-
твора (Роем, в атмосферах) можно вычислить, если известна криоско-
пическая точка раствора (Д в градусах).
^осм. — • 22.4. (3)
Нередко для характеристики осмотических свойств биологических
жидкостей ограничиваются определением криоскопической точки, не
вычисляя самой величины осмотического давления.
Определение точки замерзания исследуемого раствора производится
с помощью точного ртутного термометра (например, термометра Бекмана)
или термоэлектрическим путем.
Если исследуемую жидкость можно иметь в достаточном количестве
(по 10—20 мл для каждого определения), то удобнее всего пользоваться
методом Бекмана. Особенно он удобен для определения криоскопической
точки внешней среды, пресной, солоноватой или морской воды, а также
искусственных солевых растворов, применяемых для опытов. Чаще
всего приходится довольствоваться малым количеством исследуемой жид-
кости, особенно при работе с мелкими рыбами, мальками, многими вод-
ными беспозвоночными. В таких случаях прибегают к микрометодам.
Метод В е:.к<м ан а
Для работы по этому методу необходимо иметь: а) термометр Бекмана,
б) криоскоп Бекмана.
Термометр Бекмана (фиг. 8) отличается от обычных тер-
мометров значительными размерами ртутного шарика и большой длиной
шкалы. Последняя разделена на сотые доли градуса и позволяет произ-
водить отсчет с точностью до 0.002—0.003°. Шкала охватывает небольшую
область температур, обычно в пределах 5—6°. Показания шкалы отно-
сительны, т. е. положение 0° условно, не постоянно; можно сделать так,
чтобы 0° соответствовал любой необходимой температуре (например,
—5, —2, 10° и т. д.). Для этого имеется особое приспособление, которое
позволяет изменять количество ртути в шарике термометра. Имеется
второй, малый резервуар для ртути, расположенный в верхней части
термометра, соединенный с его капилляром. При регулировании тер-
мометра избыток ртути в шарике перегоняют в резервуар, наоборот,
если в шарике ртути недостаточно, он восполняется из запаса, имею-
щегося в резервуаре.
136
Е. А. ВЕСЕЛОВ
Для определения криоскопическохг точки биологических жидкостей
необходимо установить ртуть в термометре таким образом, чтобы точка
замерзания воды (0°) находилась на 3—4° выше нуля шкалы. Сначала
производят приблизительную установку термометра, азатем точно опреде-
Фиг. 8.
Термометр
Бекмана.
ляют положение нуля (точки замерзания чистой воды) на шкале.
Приблизительная установка производится следующим об-
разом. Нижняя часть термометра с ртутным шариком погру-
жается в воду с чистым тающим льдом пли снегом. Следят
за положением ртутного столбика. Если он остановится где-
нибудь в середине шкалы, то никаких изменений количества
ртути в шарике термометра производить не следует, остает-
ся лишь точно определить положение нулевой точки.
Если столбик ртути остановится слишком высоко (за верх-
ним краем шкалы), то следует убавить количество ртути в ша-
рике. Ртутный шарик подогревают в руке (или очень осто-
рожно над пламенем спиртовки), до тех пор пока столбик
ртути не поднимается до верхнего резервуара и часть ртути
не войдет в резервуар. Легким встряхиванием верхнего кон-
ца термометра (например, осторожным постукиванием паль-
цем) надо заставить оторваться некоторое количество ртути
от ртутного столбика. Охлаждая ртутный шарик в тающем
льде, снова проверяем положение столбика ртути при 0°.
Если окажется, что нулевое положение ртути в капилляре
слишком низкое (ниже средней части шкалы), поступают
следующим образом. Подогрев ртутный шарик так, чтобы
ртуть дошла до верхнего резервуара, нужно наклонить термо-
метр шариком вверх и путем встряхивания заставить отор-
ваться капельку ртути из запасного резервуара и присоеди-
ниться к ртутному столбику.
После приблизительной установки нуля термометра про-
изводится точное определение положения нуля на шкале
термометра, по точке замерзания дистиллированной воды,
с помощью аппарата Бекмана.
Криоскоп Бекмана (фиг. 9). Аппарат Бекмана
состоит из сосуда для охладительной смеси (В) и сосуда для
испытуемой жидкости (А), снабженного воздушной муфтой (Б).
Прибор легко смонтировать самому. В качестве сосуда для
охладительной смеси можно использовать батарейную стеклян-
ную банку цилиндрической или прямоугольной формы емко-
стью Р/2—2 л.
Сосуд для испытуемой жидкости (фиг. 10) — широкая
пробирка емкостью около 15—20 мл, снабженная боковой
трубкой (Д). В пробке сосуда укрепляется термометр Бек-
мана (Г) и мешалка (В), сделанная из эбонитовой или сте-
клянной палочки.
Воздушная муфта (Б) служит для равномерного охлажде-
ния сосуда с исследуемой жидкостью. Она укрепляется в крыш-
ке прибора. В крышке имеется отверстие для второй мешалки,
которая предназначена для размешивания охладительной смеси.
Охладительная смесь. Смешиваются приблизительно
3 части толченого льда или снега с 1 частью поваренной соли. Можно
использовать продажную кухонную соль, желательно мелкого размола.
Температура такой эвтектической смеси доходит до —21°.
ОСМОРЕГУЛЯЦИЯ У РЫБ И ВОДНЫХ БЕСПОЗВОНОЧНЫХ
137
Определение нуля термометра Бекмана. В про-
бирку А наливают 10—15 мл дважды дистиллированной воды, вставляют
термометр Бекмана и мешалку, укрепляют сосуд в воздушной муфте
и все это вместе — в крышке сосуда криоскопа. Сосуд В предварительно
наполняется охладительной смесью.
Непрерывно помешивая исследуемую жидкость мешалкой, следят
за положением ртутного столбика. Необходимо определить температуру,
которую показывает термометр Бекмана в момент замерзания воды.
Фиг. 9. Аппарат
Бекмана.
А — пробирка для
исследуемой жидко-
сти; Б — воздушная
муфта; В — сосуд
для охладительной
смеси; Г — термо-
метр Бекмана; Д —
мешалка для переме-
шивания исследуе-
мой жидкости.
Фиг. 10. Детали
устройства аппа-
рата Бекмана.
А — пробирка для
исследуемой жидко-
сти; Б — воздушная
муфта; В — мешал-
ка; Г — термометр
Бекмана; Д — боко-
вая трубка.
Ртуть вначале равномерно опускается, затем на некоторый период
приходит в состояние покоя. В этот момент и нужно произвести отсчет.
Иногда наблюдается переохлаждение воды. В этом случае столбик ртути
опускается ниже точки замерзания воды, затем вдруг начинает подни-
маться вверх и останавливается неподвижно на нулевой точке. Через
некоторое время снова начинается падение столбика ртути в результате
охлаждения образовавшегося льда.
Определение повторяют 3—4 раза, каждый раз с новой порцией воды,
из результатов берут среднюю.
Определение криоскопической точки исследуемого раствора произ-
водится так же, как и определение точки замерзания, чистой воды. Для
каждой пробы исследуемой жидкости надо произвести не менее 2 опре-
делений и вычислить среднюю величину. Полученная величина вычи-
тается из среднего показания для точки замерзания бидистиллированной
воды, соответствующего 0°.
138
Е. А. ВЕСЕЛОВ
Пример.
(Показания термометра).
1. Нулевая точка (замерзание
бидистиллированной воды)
1-й опыт................. 2.098°
2-й » ..............2.095
3-й » ..............2.099
Средняя................... 2.097°
А раствора=2.097° — 0.918°=1.179°
2. Точка замерзания иссле-
дуемой жидкости (раствора глюкозы)
1-й опыт .................... 0.920°
2-й »...................0.918
3-й » ..................0.917
Средняя...................0.918°
Видоизменение метод i Б гкмана
Мы несколько видоизменили методику Бекмана, превратив ее в полу-
микрометод, позволяющий производить определения при наличии всего
2—5 мл исследуемой жидкости.
В качестве сосуда для испытуемой жидкости используется обычная
химическая пробирка, подобранная таким образом, чтобы между ее
стенками и вставленным внутрь термометром Бекмана оставался просвет
(зазор) не более 2—3 мм. Пробка сосуда заменяется резиновым кольцом,
одетым на термометр. Мешалка исключается; помешивание замерзающей
жидкости производится осторожным покачиванием термометра. Все
остальные части прибора и сам ход определения оставлены без изменения.
Необходимо особенно тщательно следить за ртутным столбиком тер-
мометра, так как благодаря небольшой массе исследуемой жидкости
легко пропустить момент ее замерзания.
М икрокриоскопический метод
Микрокриоскопический метод предложен Друккером и Шрейнером
(Drucker und Schreiner, 1913). Для биологических целей он был применен
Фриче (Fritsche, 1917), который исследовал осмотическое давление соков
дафний. Этим же методом пользовался Светлов (1928) для исследования
осморегуляции у земляных червей.
Принцип метода. Небольшое количество испытуемой жид-
кости (около 1 куб. мм) помещают в запаянный с одного конца длинный
стеклянный капилляр. Пробу замораживают, прикрепляют к шарику
термометра Бекмана и погружают в охлажденную глицериновую ванну.
Наблюдая за таянием пробы отмечают температуру ванны в тот момент,
когда исчезает последний кристаллик льда. Эта температура соответ-
ствует криоскопической точке исследуемой жидкости.
Микрокрио ск оп Веселова
Автором сконструирован микрокриоскоп, основанный на принципе
Друккера и Шрейнера, позволяющий производить не единичные, а много-
численные определения, имея в распоряжении незначительное коли-
чество исследуемой жидкости (Веселов, 1936). Микрокриоскоп этой
конструкции использовался в работах Л. Зенкевича и Я. Бирштейна
(1937; Зенкевич, 1938) для изучения осморегуляции у водных беспозво-
ночных.
Прибор состоит из микрокриоскопа, холодильника и электрического
моторчика с мешалкой (фиг. 11).
Микрокриоскоп. Основной частью является стеклянный
криостат для постепенного оттаивания замороженных проб, состоящий
ОСМОРЕГУЛЯЦИЯ У РЫБ И ВОДНЫХ БЕСПОЗВОНОЧНЫХ
139
из двух стеклянных цилиндрических сосудов, вложенных один в другой.
Наружный сосуд диаметром около 12 см, высотой около 20 см. Внутрен-
ний сосуд укреплен в наружном на подставках из корковых пробок таким
образом, чтобы ои непосредственно не соприкасался с наружным сосудом.
Сосуды плотно прикры-
ты сверху деревянной, а
еще лучше — эбонитовой
крышкой, на которой смон-
тированы все другие части
микрокриоскопа. Внутрен-
ний сосуд соединен при
помощи стеклянных и кау-
чуковых трубок с холо-
дильником, откуда подает-
ся жидкий охладитель.
В центре крышки
укреплен с помощью кау-
чуковой пробки или рези-
нового кольца термометр
Бекмана. Сбоку имеется
обычный термометр со
шкалой до —10—15°.
В крышке прибора сде-
лано 5 сквозных отвер-
стий, расположенных по-
лукругом от термометра
Бекмана, для укрепления
проб испытуемой жидко-
сти. Отверстия нужно рас-
полагать возможно ближе
к термометру Бекмана,
чтобы капилляры прихо-
дили в соприкосновение
Фиг. 11. Установка для микрокриоскопии.
А — холодильник: а — деревянный ящик; б — войлочная
прокладка; в — цинковый ящик; г — охладительная смесь;
д — жидкая среда для микрокриоскопа; е — резиновая
груша для накачивания воздуха. Б — микрокриоскоп:
sic — каучуковая трубка; з — термометр для грубого опре-
деления температуры жидкой среды; и — термометр Бекма-
на; к — стеклянная трубка с пробой испытуемой жидкости
(для ясности чертежа трубка изображена несколько в сто-
роне от термометра Бекмана; на самом деле капиллярная
часть трубки должна соприкасаться с шариком термомет-
ра); л—воронка для наливания жидкой среды. В— сте-
клянная трубка с капиллярно оттянутым кондом, с про-
бой испытуемой жидкости: м — вата; н — резиновое кольцо
для укрепления трубки на крышке микрокриоскопа.
с шариком термометра.
Таким путем уменьшается
возможная разница между
температурой пробы в ка-
пилляре и показаниями
термометра Бекмана.
Кроме термометра Бек-
мана, химического термо-
метра, капилляров с про-
бами и мешалки, в крыш-
ке прибора укреплена сте-
клянная воронка на случай необходимости разбавить переохлажден-
ную жидкую среду такой же жидкостью комнатной температуры.
В процессе работы с прибором стенки внутреннего сосуда запотевают,
затрудняя наблюдение за пробами. Для вытирания стенок сосуда при-
меняется протирка из проволоки с намотанной на нее тряпочкой, при-
вязанной прочной ниткой. В крышке прибора, у самого ее края, для
притирки сделана полулунная вырезка длиной 4—5 см, шириной около 1 см.
В качестве охладителя лучше применять вместо рекомендованного
Друккером и Шрейнером глицеринового раствора, 50% раствор хло-
140
Е. А. ВЕСЕЛОВ
ристого кальция. Наши опыты показали неудобство глицеринового ох-
ладителя; часть растворителя вымерзает при переохлаждении раствора
в холодильнике. Раствор хлористого кальция (50%) не вымерзает даже
при значительном переохлаждении. Кроме того, он согревается в сосуде
микрокриоскопа медленнее, чем глицериновый раствор; это повышает
точность определения.
Мешалка и мотор. Для равномерного изменения температуры
охладителя в сосуде криоскопа применяется кольцеобразная мешалка,
изготовленная из стеклянной или эбонитовой палочки. Работой мешалки
поддерживается более однообразное и равномерное изменение темпе-
ратуры жидкой среды, омывающей капилляры с пробами и шарик бек-
мановского термометра. Это уменьшает возможное расхождение между
температурой капилляров и показаниями термометра.
Мешалка движется вверх и вниз благодаря работе небольшого электри-
ческого мотора. Скорость движения мешалки регулируется реостатом.
Холодильник служит для предварительного охлаждения жидкой
среды (раствора хлористого кальция). Состоит из деревянного наруж-
ного ящика, внутреннего металлического ящика и 2—21/2 литровой
стеклянной бутыли с широким горлышком.
Деревянный ящик делается с толстыми стенками и плотно прикрываю-
щейся крышкой. Размеры приблизительно 32x22x26 см. В крышке
ящика — два отверстия диаметром около 6 см, закрывающиеся корко-
выми пробками, в середине — третье отверстие, для горлышка стеклян-
ной бутыли.
Дно, стенки и крышка ящика с внутренней стороны обиты двойным
слоем войлока, для лучшей теплоизоляции. В деревянный ящик вставлен
плотно прилегающий к войлочной обивке цинковый ящик (без крышки).
Стеклянная бутыль с охладителем помещается в цинковый ящик
таким образом, чтобы ее горлышко выступало наружу через отверстие
в крышке холодильника. В пробке бутыли укреплены две стеклянные
трубки. Одна — короткая, соединена с резиновой грушей для накачи-
вания воздуха, другая доходит до дна бутыли и соединена каучуковой
трубкой с микрокриоскопом. Трубка снабжена зажимом. При накачи-
вании воздуха в банку охлажденный раствор перетекает из банки в крио-
скоп.
Перед началом работы цинковый ящик наполняется охладительной
смесью (снег или толченый лед с кухонной солью).
Капилляры для проб изготовляются из тонкостенной стеклянной
трубки на пламени стеклодувной или бартелевской горелки, диаметр —
от 0.3 до 0.5 см. Лучше заранее подготовить большой запас капилляров.
Трубки, предназначенные для приготовления капилляров, предва-
рительно промываются в следующей последовательности: а) теплой
мыльной водой, б) водопроводной водой, в) хромовой смесью, г) 5—6 раз
дистиллированной водой. Для промывания большого количества длинных
трубок (длиной до 50—100 см) удобно пользоваться специальной про-
мывалкой (фиг. 12).
На фиг. 12 изображена простейшая промывалка, ускоряющая работу
по промывке длинных стеклянных трубок (50—100 см). Она состоит из
двух бутылей, емкостью Р/2—2 л. Сначала трубки хорошенько про-
мываются снаружи теплой водой. После просушки приступают к про-
мывке их внутренних стенок. В бутыль (Л) наливают теплую мыльную
воду. Трубка подключается с помощью кусочков каучуковой трубки
к обоим бутылям промывалки. Резиновой грушей в бутыль (Л) накачи-
ОСМОРЕГУЛЯЦИЯ У РЫБ И ВОДНЫХ БЕСПОЗВОНОЧНЫХ
141
вают воздух. Вода проходит по стеклянной трубке в другую бутыль {Б).
Переключив грушу с одной бутыли (Л) на другую (В), можно перегнать
воду в обратном направлении. Так делают несколько раз. Промыв мыль-
ной водой весь запас трубок, предназначенный для мытья, ополаски-
вают бутыли и таким же порядком промывают трубки чистой водой.
Затем следует промывка хромовой смесью и, наконец, несколькими
порциями дистиллированной воды. После сушки трубки готовы для
работы. Для промывания трубок хромовой смасью лучше иметь отдельную
промывалку с хорошо подогнанными каучуковыми, а еще лучше —
стеклянными пробками, заказанными в стеклодувной мастерской.
Фиг. 12. Промывалка для длинных стеклянных трубок.
Объяснение в тексте.
Чистые трубки разрезаются на куски длиной по 25—30 см. Трубка
разогревается посредине и растягивается таким образом, чтобы полу-
чились две трубки с длинными капиллярными концами. Достаточно от-
тянуть конец капиллярной трубки, как показано на чертеже (фиг. И),
до диаметра 0.8—1.0 мм (в просвете), на длину 4—8 см. Чтобы при хра-
нении трубки не засорялись, широкий конец следует заткнуть ватой,
а капиллярный — запаять. Капилляры надо хранить в плотно закры-
вающейся коробке или стеклянной банке с пробкой и с ватой на дне.
Наполнение капилляров. Отломив запаянный кончик
капилляра, нужно набрать из пробирки, в которой хранится испытуемая
жидкость (например, плазма крови), столбик этой жидкости длиной
около 0.5—1.0 см. Затем, держа трубку капилляра концом вверх, необ-
ходимо встряхнуть ее так, чтобы столбик жидкости разбился на отдельные
мелкие столбики, длиной по 1.0—1.5 мм. Потряхиванием трубки надо
переместить столбики к середине капилляра. Кончик капилляра осто-
рожно, стараясь не нагреть пробу, запаивают на спиртовке.
Замораживание проб. Большая фарфоровая чашка или
ступка наполняется наполовину снегом или толченым льдом, который
обильно посыпают мелкой кухонной солью. Смесь растирают пестиком
до образования кашицы. Температура смеси понижается до —19—21°.
Достаточно погрузить в смесь капиллярные концы трубок на несколько
секунд, чтобы запаянные в них столбики жидкости замерзли. Трубки
с пробами оставляют в эвтектической смеси до тех пор, пока криоскоп
не будет полностью подготовлен к работе. Трубки можно хранить и в хо-
лодильнике, приоткрыв пробку одного из боковых отверстий в крышке
холодильника.
Ход определения. В бутыль холодильника наливают
2—2г/2 литра профильтрованного 50%-го раствора хлористого кальция.
142
Е. А. ВЕСЕЛОВ
Холодильник наполняют охладительной смесью (снег или лед с кухонной
солью). Для охлаждения жидкой среды обычно надо затратить 10—20 мин.
Температура среды должна быть по крайней мере на 1.5—2° ниже пред-
полагаемой точки замерзания пробы. Пока идет охлаждение жидкой
среды, можно выполнять другие подготовительные работы: взять пробу
исследуемой жидкости (например, пробы крови от подопытных рыб),
отцентрифугировать ее, приготовить капилляры с пробами, и т. д.
Когда все приготовлено для опыта, необходимо накачать из крио-
стата в криоскоп достаточное количество охладителя (не менее 3/4 внут-
реннего сосуда).
Если после перекачивания окажется, что раствор хлористого кальция
недостаточно охлажден, надо его спустить обратно в холодильник, открыв
зажим каучуковой трубки, соединяющей микрокриоскоп с холодиль-
ником.1 Если, наоборот, раствор слишком охлажден, приливают через
воронку, укрепленную в крышке криоскопа, такой же раствор, имеющий
комнатную температуру.
Когда температура охладителя отрегулирована, следует заморозить
пробы, вставить трубки с пробами в предназначенные для них отверстия
в крышке криоскопа и пустить в ход мешалку. Помешивание необходимо
производить возможно медленнее.
При некотором навыке можно одновременно вести наблюдение за
3—5 пробами.
Дальнейшая задача состоит в наблюдении за постепенным таянием
замороженных столбиков испытуемой жидкости и за понижением ртути
в капилляре термометра Бекмана. Так как в каждом капилляре имеется
несколько столбиков испытуемой жидкости, наблюдение следует вести
за одним из них, лучше за самым маленьким, но не крайним, т. е. не
самым верхним и не самым нижним. Крайние столбики непригодны по-
тому, что концентрация осмотически активных веществ в них может быть
несколько изменена, в результате подогревания в момент запаивания,
от испарения и т. д. Как увидим ниже, размеры столбика влияют на точ-
ность определения; целесообразнее всего вести наблюдения за маленьким
столбиком. Намеченный для наблюдения столбик должен находиться
обязательно на уровне средней части ртутного шарика термометра Бек-
мана; в этом случае расхождение между истинной температурой столбика
и показаниями термометра будут наименьшими.
Для удобства наблюдения необходимо поставить позади криоскопа
электрическую лампу с рефлектором. Во избежание излишнего нагре-
вания охладителя от лампы между лампой и криоскопом помещают пло-
ский прямоугольный сосуд с водой. Одна сторона сосуда оклеивается
пергаментной бумагой, для рассеивания и смягчения света.
Для наблюдения за таянием пробы следует пользоваться ручной лупой
большого диаметра (7—10 см), с достаточно большим фокусным расстоя-
нием.
Задача наблюдения состоит в том, чтобы определить по термометру
Бекмана температуру в момент исчезновения в столбике пробы последнего
кристаллика льда. Эта температура соответствует криоскопической точке
испытуемой жидкости. Отсчет производится с точностью до тысячных до-
лей градуса. Одновременное определение криоскопической точки пяти проб
обычно занимает от 30 до 45 мин.
1 Холодильник во время работы ставят на 20—50 см ниже микрокриоскопа.
ОСМОРЕГУЛЯЦИЯ У РЫБ И ВОДНЫХ БЕСПОЗВОНОЧНЫХ
143
Точность метода и источники ошибок. Основные
возможные причины ошибок и неточностей:
1) изменение концентрации исследуемой жидкости при взятии пробы;
усыхание пробы при излишнем затягивании подготовительных операций
(центрифугирования, заполнения капилляров), изменения при неосто-
рожном запаивании капилляров;
2) толстые стенки капилляров, плохая их теплопроводность, обуслав-
ливающая сильное расхождение между температурой пробы внутри ка-
пилляра и показаниями термометра;
3) неправильное положение столбика испытуемой жидкости по отно-
шению к термометру; наши опыты показали, что при положении стол-
бика пробы на 1 % см выше или ниже центральной части ртутного шарика
бекмановского термометра возникает ошибка, доходящая до +0.25°;
4) неточность наблюдения: неточно установленный момент исчезнове-
ния последнего кристаллика льда в пробе, неточный отсчет показаний
термометра Бекмана;
5) слишком большой объем пробы (столбика).
Ртутный столбик при работе криоскопа все время медленно поднимается
в результате постепенного повышения температуры жидкого охлади-
теля.,Отсчет температуры нужно произвести немедленно, в ту же секунду,
когда исчезает последний кристаллик льда в пробе. Неточность наблю-
дения сводится чаще всего к запаздыванию отсчета. Правильный отсчет
легко достигается опытом.
Объем пробы имеет большое значение для точности определения. На это
указывали еще Друккер и Шрейнер, рекомендуя брать настолько мини-
мальное количество жидкости, как только позволяет возможность наблю-
дения.
Проделанные нами опыты со столбиками жидкости, имеющими раз-
личную длину, показали, что точных результатов можно добиться только
в том случае, если объем столбика не более 1 куб. мм, а длина не превы-
шает диаметра капилляра. Депрессия исследуемых растворов предвари-
тельно определялась криоскопиче-
ским методом Бекмана.
Точность описанной микрокрио-
скопической методики по сравнению
с методом Бекмана около 0.02°. Для
биологических целей такая точность
вполне достаточна.
Термоэлектрический метод
криоскопии
Фиг. 13. Общая схема термоэлектриче-
ской установки. (По Иоффе, 1929).
А — исследуемая среда с неизвестной темпе-
ратурой; Б — среда с точно известной тем-
пературой (например, тающим льдом).
Для биологических целей этот ме-
тод впервые применен Н. А. Макси-
мовым (1913) при изучении морозо-
стойкости растительных тканей. Впо-
следствии метод нашел широкое при-
менение для изучения холодостойкости насекомых (Калабухов, 1935;
Кожанчиков, 1937) и рыб (Шмидт, Платонов и Персон, 1936).
Принцип метода. Определение точки замерзания испытуе-
мой жидкости производится с помощью термоэлектрической иглы, по раз-
ности потенциалов, возникающих между двумя спаями разных металлов.
144
Е. А. ВЕСЕЛОВ
Один спай (термоигла) помещается в пробу испытуемой жидкости, под-
вергаемую замораживанию, другой — в термос со льдом, тающим в ди-
стиллированной воде при температуре 0° (фиг. 13).
Ап па р а т у р а
Аппаратура состоит из криоскопа и термоэлектрической установки.
Криоскоп устроен по принципу аппарата Бекмана. В качестве наруж-
ного сосуда можно взять стеклянную цилиндрическую или прямоугольную
2Уг—3-литровую банку с
толстыми стенками и деревянной или эбонитовой
крышкой (фиг. 14). Можно применять сосуды
из оцинкованного железа или медные, луже-
ные (Кожанчиков, 1937). Для сохранения бо-
лее или менее постоянной температуры сосуд
помещается в деревянный ящик с толстым
слоем теплоизолирующего материала (опилок,
войлока и т. п.). В наружный слой загружается
охладительная смесь (например, лед или снег
с поваренной солью).
Основная часть криоскопа состоит из двух
вставленных друг в друга двустенных сосудов.
Наружный выполняет роль воздушной муфты.
Между стенками внутреннего сосуда находится
криогидратная смесь. Внутренний сосуд снаб-
жен термометром и кольцеобразной мешал-
кой. Во внутренний сосуд вставляется неболь-
шая пробирка от 3 до 7 мм с исследуемой
жидкостью и термоэлектрической иглой. Ме-
Фиг. 14. Схема термоэлек-
трического криоскопа. (По
Максимову, 1913, и Кожан-
чикову, 1937).
А — сосуд для криогидрата;
Б — сосуд для объекта. 1 —
термопара; 2 — мешалка; з —
пробна; 4 — крышка; S — изо-
ляционная пластинка.
с помощью каучуковых
шалку можно изготовить из стеклянной или
эбонитовой палочки, в крайнем случае — из
толстой луженой или никелированной медной
проволоки. Мешалка приводится в движение
электромотором с помощью такой же передачи,
как и в микрокриоскопе.
Двустенный сосуд можно изготовить из ши-
роких пробирок, вставляя их одна в другую,
колец или пробок. В отдельных случаях
можно пользоваться одностенным наружным сосудом.
В качестве криогидрата может служить 50°/0-й раствор хлористого каль-
ция, не замерзающий при значительном понижении температуры. Неко-
торый запас криогидрата следует заранее охладить в литровой бутыли,
поместив ее в сосуд со смесью снега или толченого льда с поваренной солью.
Охлажденный раствор по мере надобности отливается в криоскоп.
Термоэлектрическая установка состоит из термопары сосуда Дьюара
или обычного термоса и гальванометра.
Гальванометр. При выборе гальванометра надо учесть сле-
дующие требования: чувствительность прибора должна быть не менее
15—ю—25—ю, необходимо малое внутреннее сопротивление (8—30 ом).
Удобнее всего использовать петлевой гальванометр, менее удобен зер-
кальный, так как он требует для отсчета показаний затемнения комнаты.
Впрочем, последний недостаток зеркального гальванометра вполне устра-
ним благодаря приспособлению, предложенному Н. И. Калабуховым
(1935). На стеклянное окошечко гальванометра наклеивается вертикально
ОСМОРЕГУЛЯЦИЯ У РЫБ И ВОДНЫХ БЕСПОЗВОНОЧНЫХ
145
тонкая черная нитка. Шкалу изготовляют из плотной белой бумаги,
разделенной тушью на сантиметры и миллиметры. Цифры на шкале сле-
дует написать в зеркальном отражении. Нуль шкалы помещается посре-
дине; под ним следует прорезать щелевидное отверстие. Шкала подвеши-
вается против гальванометра на двух планках, укрепленных под его
штативом, на расстоянии 50 см от гальванометра.1 Надпись на шкале должна
быть обращена к гальванометру (фиг. 15). Отсчет производится путем
наблюдения через щель в шкале отражения цифр и делений в зеркальце
гальванометра. Точность отсчета — до 0.5 мм шкалы (толщина нити,
наклеенной на стекле гальванометра).
Таким образом, отсчет ведется по принципу диоптра; роль последнего
играет щель в шкале гальванометра. Это проще, чем обычно применяемый
Фиг. 15. Применение зеркального гальванометра для термо-
электрической криоскопии. (По Калабухову, 1935).
I — схема соединения; II — установка гальванометра и шкалы. I’— галь-
ванометр; П — переключатель; 7' — термос; М — медный провод;
К — провод из константа.
при пользовании зеркальными гальванометрами отсчет с помощью «зай-
чика», отраженного зеркальцем гальванометра, так как последний метод
требует затемнения комнаты и установки трансформатора или батарейки
для освещения зеркальца.
Термопара. Правильно подобранный термоэлемент позволяет
измерять температуру с точностью до сотых долей градуса. Предпочти-
тельнее всего применять константаново-медную термопару; она обладает
электродвижущей силой около 44 мв на 1° и малой зависимостью сопро-
тивления от температуры (Иоффе, 1929). Можно также применять термо-
пару никелин—медь (Калабухов, 1935).
Обычная схема присоединения термопары к гальванометру представ-
лена на фиг. 13. Первый спай (А) помещается в исследуемую жидкость,
температуру замерзания которой необходимо измерить. Проба этой жид-
кости находится в пробирке криоскопа. Второй спай помещают в дистил-
лированную воду с тающим льдом, находящимся в термосе или сосуде
Дьюара. Каждый спай своим медным концом соединен с контактами галь-
ванометра. При возникновении разницы температур между первым и
вторым спаем в цепи возникает разность потенциалов. Гальванометр по-
кажет соответствующее отклонение, величина которого пропорциональна
разнице температур между спаями.
Проволоку для термопары рекомендуется брать такой тонкой, насколько
позволяет механическая прочность: от 0.05 до 0.1 мм. Концы медной и
константановой проволок сплавляются или спаиваются оловом. Спай
1 Зеркальный гальванометр необходимо укрепить на капитальной стене, так как
он очень чувствителен ко всяким сотрясениям. .
10 Жизнь пресных вод, т. IV, ч. 2
146
Е. А. ВЕСЕЛОВ
должен быть как можно более коротким и тонким (диаметр спая не более
0.1—0.2 мм). При этих условиях достигается наибольшая точность.
Спай необходимо заострить и вновь покрыть тонким слоем олова.
Для предохранения иглы от разъедания испытуемыми жидкостями ее
рекомендуется время от времени покрывать тонким слоем раствора кау-
чука в бензине (Максимов, 1913).
Концы термопар следует заделать в стеклянный наконечник. Подби-
рают две тонкие стеклянные трубочки так, чтобы одна из них входила
Фиг. 16. Схема
термоиглы.
Объяснение в те-
ксте.
в другую. Концы трубочек оттягивают
на спиртовке. Константановый провод
(Const.) пропускают через внутреннюю
трубочку, оттянутую на конце в капил-
ляр, а медный (Си) —между трубочками.
Термоспай упирается в капилляр (фиг. 16).
Трубочки заполняются парафином.
Фиг. 17. Про-
стейший пере-
ключатель.
а, а' — створки
деревянного за-
жима; б, б'— кон-
цы проводов от
гальванометра; в,
в' — концы про-
водов от термо-
пары; г — изоля-
ционная пластин-
ка.
Провода, выходящие из стеклянного наконечника, необходимо тща-
тельно изолировать и пропустить через резиновую трубочку. Предвари-
тельно все провода несколько раз покрываются спиртовым раствором
шеллака, слой которого служит изоляцией.
На пути от термопары к гальванометру устанавливается переключа-
тель. Он необходим для включения и выключения гальванометра, кроме
того, с помощью переключателя можно одновременно работать с несколь-
кими термопарами, подключая их поочередно к гальванометру.
При выборе типа переключателя важно, чтобы не создавалось новых
источников электродвижущей силы благодаря соприкосновению друг
с другом разных металлов.
Можно применять самодельный переключатель, рекомендуемый
Н. А. Максимовым (фиг. 17). Он удобен тем, что в соприкосновение между
собой приходят только медные провода термопары. Для изготовления
переключателя можно использовать обыкновенный деревянный лабора-
торный (для пробирок) или даже бельевой зажим. Изолирующая пластинка
делается из куска эбонита или предметного стекла. Для лучшего контакта
проволоку, выведенную на концы зажима и на изоляционную пластинку,
следует расплющить. Преимущество такого переключателя заключается
ОСМОРЕГУЛЯЦИЯ У РЫБ И ВОДНЫХ БЕСПОЗВОНОЧНЫХ
147
в том, что замыкание и размыкание тока производится без введения по-
стороннего металла, присутствие которого могло бы возбудить побочные
электродвижущие силы.
Н. И. Калабухов (1935) рекомендует включение гальванометра в цепь
через обыкновенный переключатель для радиоантенны. К одной клемме
присоединяется один провод от термопары и один от гальванометра, к дру-
гой клемме — второй провод от термопары и от гальванометра. Когда
переключатель соединяет эти клеммы, гальванометр и термопары замкну-
ты на себя и тока в цепи нет. Когда клеммы разъединены — в цепи идет ток.
Приведенная выше простая схема без добавочной электродвижущей
силы и магазина сопротивления возможна потому, что градуировка шкалы
производится при включении всех сопротивлений, входящих в цепь.
Калибрование термопары. Для пользования термо-
парой надо знать ее коэффициент, т. е. какое число делений гальванометра
(или бумажной шкалы — зеркального гальванометра) соответствует Iй.
Калибрование производится следующим образом. Гальванометр уста-
навливается на нуль. Оба термоспая погружаются в воду со льдом в со-
суде Дьюара. При этом, если установка смонтирована правильно, не должно
происходить отклонения стрелки гальванометра. Затем рабочую термо-
иглу переносят в другой сосуд Дьюара с водой, имеющей иную, но точно
определенную температуру, например 10°. Отметив: отклонение, стрелки
гальванометра, вычисляем искомую величину отклонения стрелки галь-
ванометра на 1°. Необходимо проградуировать таким образом ряд точек,
промежуточные находятся интерполяцией.
Калибрование следует время от времени повторять. Рекомендуется
тщательно проверять работу термопары, измеряя, например, темпера-
туру воды, одновременно контролируемую хорошо выверенным нормаль-
ным ртутным Дермометром или термометром Бекмана.
Определение криоскопической точки исследуемой жидкости произ-
водится так же, как и при обычной криоскопии, по методу Бекмана-,
только вместо термометра Бекмана служит .термоигла, вставленная в про-
бирку с испытуемой жидкостью.
Порядок определения следующий:
1) отметить показания гальванометра при разомкнутой цепи;
2) поместить контрольную и измерительную термоиглы в дистиллиро-
ванную воду с тающим толченым льдом и убедиться, что замыкание щепи
не вызывает отклонения гальванометра;
3) налить исследуемую жидкость в пробирку криоскопа, ввести в нее
термоиглу, затем вставить пробирку в криоскоп.
4) включить гальванометр; :
5) пустить в ход мешалку криоскопа и наблюдать по гальванометру за из-
менением температуры исследуемой жидкости, отметив точку замерзаний.’.
Необходимые предосторожности. Получение на-
дежных и точных показаний требует исключительно тщательной, акку-
ратной работы. Во избежание грубых ошибок следует применять следую-
щие меры предосторожности: '
1) температура клемм каждой пары (переключателя, гальванометра.)
должна быть одинаковой; клеммы заворачиваются в толстый слой ваты;
2) необходимо проверять положение нулевой точки гальванометра
до и после опыта;
3) нужно следить, чтобы не возникала разность температур в двух
участках одного и того же провода, так как это может вызвать: дополни-
тельный ток;
10*
148
Е. А. ВЕСЕЛОВ
4) избегать применения толстых термоспаев, так как они увеличивают
ошибку;
5) поставить проверочные определения криоскопической точки раствора
глюкозы или другого электролита с точно известной концентрацией (на-
пример, 0.50 мол.), криоскопическая точка которого определена мето-
дом Бекмана или вычислена по концентрации;
6) периодически проверять коэффициент термопары и точность пока-
заний всей установки путем контрольных определений.
При соблюдении указанных предосторожностей можно криоскопиро-
вать с точностью до 0.02° небольшое количество жидкости, порядка
0.1—0.15 мл.
Тензиметрические методы
Общий принцип методов основал на способности растворенных веществ
понижать упругость паров раствора. Упругостью пара называют то дав-
ление-пара, при котором он находится в равновесии с жидкостью.
Вант-Гофф теоретически показал, что понижение упругости пара,
производимое растворенным веществом, пропорционально его осмоти-
ческому давлению. Понижение упругости паров неэлектролитами про-
порционально молекулярной концентрации раствора. Для неэлектролитов,
помимо, молекулярной концентрации, имеет значение степень диссо-
циации растворенных веществ, так как понижение упругости паров
пропорционально общему числу частиц растворенного вещества (молекул
и ионов), т. е. осмотической концентрации.
? На. этом принципе основан предложенный Барджером (Barger, 1924)
и дополненный Растом (Rast, 1924) метод тензиметрического определения
осмотического давления растворов. Позднее Хилл (Hill, 1930) предложил
применять для тензиметрического способа определения осмотического
давления, термоэлектрическую методику. Автором этой статьи в 1936 г.
разработана модификация метода Барджера—Раста применительно к мас-
совым исследованиям осмотического давления крови рыб, которую мы
и описываем ниже.
Модификация метода Барджера — Раста
Метод Барджера—Раста имеет большое преимущество для биологи-
ческих исследований, так как измерение производится при комнатной
температуре, причем достаточно иметь самое минимальное количество
исследуемой жидкости.
Принцип метода. В капиллярную трубку вносят каплю ис-
следуемой жидкости и каплю раствора NaCl известной концентрации.
Обе капли должны быть отделены друг от друга пузырьком воздуха.
Капилляр запаивают с обоих концов и следят под микроскопом при по-
мощи окуляр-микрометра за изменением длины столбиков обеих жидко-
стей. Изготовляется целая серия таких капилляров с одной и той же
исследуемой жидкостью, но с различной концентрацией контрольных рас-
творов хлористого натрия. В том капилляре, где за несколько дней не про-
изойдет изменения длины столбиков, раствор хлористого натрия изото-
ничен испытуемой жидкости.
Этот метод позволяет улавливать разницу в концентрации до 0.01 м;
в переводе на осмотическое давление это составляет около 0.5 атм.
Капилляры можно вытягивать самому из легкоплавкой стеклянной
трубки на спиртовой или бензиновой горелке. Длина капилляра 7—8 см,
ОСМОРЕГУЛЯЦИЯ У РЫБ И ВОДНЫХ БЕСПОЗВОНОЧНЫХ
149
просвет около 0.4—0.5 мм. Необходимо натренироваться в изготовлении
капилляров с ровным просветом, без всяких сужений и расширений. Еще
лучше применять капилляры, изготовленные по методу Б. В. Перфильева,
так как они обладают идеально ровным просветом на всем своем протяжении.
Наполнение капилляров. В один конец капилляра нужно
набрать 1 — 1 Уч-сантиметровый столбик контрольного раствора хлори-
стого натрия. Затем этот конец капилляра осторожно запаивается па пла-
мени спиртовки таким образом, чтобы не нагреть столбик раствора. С теми же
предосторожностями, т. е. избегая нагревания раствора, надо подогреть
середину капилляра (где раствора нет) и через другой конец капилляра
(незапаянный) быстро набрать:
а) столбик испытуемой жидко-
сти длиной 1%—2 мм, б) стол-
бик воздуха длиной 3—4 мм, в)
второй столбик того же кон-
трольного раствора хлористого
натрия, г) столбик воздуха не
менее 1 см. После этого запаи-
вается и второй конец капил-
ляра.
Подобным образом пригото-
вляют серию капилляров с од-
ной и той же испытуемой жид-
костью, но с контрольными
растворами хлористого натрия
различной концентрации. Из
1
Фиг. 18. Тензиметрический метод.
1 — запаянный капилляр с чередующимися, стол-
биками контрольной и исследуемой жидкости; 2 —
измерение под микроскопом длины столбика иссле-
дуемой жидкости.
предосторожности следует приготовить две одинаковые серии капилля-
ров с одной и той же исследуемой жидкостью.
Для удобства измерения и хранения капилляры приклеиваются воском
к предметным стеклам, по нескольку штук на каждое. На стекле воско-
вым карандашом пишутся необходимые этикетные данные (например,
№ капилляра и пробы).
Измерение длины столбиков жидкости. По окон-
чании изготовления всей серии капилляров с. одной и той же пробой ис-
следуемой жидкости длина столбиков жидкости и контрольного раствора
измеряется под микроскопом с помощью окуляр-микрометра (фиг. 18).
Через некоторое время измерение повторяется. Момент повторного изме-
рения зависит от температуры помещения, где хранятся капилляры.
При температуре 10—15° это 5—6 Дней, при 20—25° результат ясен уже
через 1—3 дня. Лучше всего произвести повторное измерение, независимо
от температурных и других условий, через сутки; если.результат окажется
неясным, через сутки измерение повторяется снова. ,
Если исследуемая жидкость гипертонична по отношению к контроль-
ному раствору, то столбик этой жидкости удлинится, еелй гипотонична —
станет короче. Пузырек воздуха, разделяющий столбики жидкости в ка-
пилляре, играет роль полупроницаемой мембраны. Контрольный раствор
является изотоничным исследуемой жидкости в том капилляре, где не об-
наружено никаких изменений длины столбиков.
Проверка метода. Опыты, поставленные для проверки пред-
лагаемого метода, произведенные с раствором хлористого натрия й плаз-
мой крови линя, показали, что этим методом можно улавливать разницу
в осмотической концентрации растворов до 0.013 м (что соответствует
приблизительно 0.4—0.5 атм.).
150
Е. А. ВЕСЕЛОВ
Контрольные опыты по проверке условий наибольшей чувствитель-
ности и точности метода привели к следующим заключениям:
1) длина столбиков контрольного раствора и испытуемой жидкости
должна быть около IV2—2 мм;
2) расстояние между столбиками должно быть не менее 3—4 мм, иначе
возможно слияние столбиков;
3) наилучший просвет капилляров — около 0.03 мм;
4) при небольшой разнице концентраций полное равновесие устанавли-
вается через 10—15 дней;
5) тензиметрический метод улавливает разницу концентрации между
контрольным и испытуемым растворами до 0.0062 м, однако в обычной ис-
следовательской практике достаточно пользоваться серией контрольных
растворов, в которой два смежных раствора отличаются друг от друга
на 0.0125 м.
При опытах с кровью пресноводных рыб приходится обычно применять
контрольные растворы 6—7 концентраций (от 0.07 до 0.15 м). Так как
с каждым раствором приготовляется по 2 капилляра, то для одного опре-
деления требуется 14 капилляров. Каждое определение занимает в общей
сложности 35—40 мин.
Погрешности метода. Возможные причины ошибок, ко-
торые следует заранее предотвратить, следующие: 1) неровный просвет
капилляров, в связи с чем при небольшом перемещении столбика жидкости
может измениться его длина; 2) неаккуратное заполнение капилляров,
особенно неосторожное нагревание могут привести к изменению концен-
трации контрольной и испытуемой жидкости.
Достоинства метода — техническая простота и возможность вести
работу без применения охладителей, работать с которыми в летнее время
очень трудно, в особенности в экспедиционной обстановке, при отсутст-
вии ледника.
Тензиметрия по методу Хилла
Принцип метода. Хилл (Hill, 1928, 1930) предложил исполь-
зовать для определения упругости паров водных растворов изменение
температуры, вызываемое испарением жидкости на поверхности очень
чувствительного термоэлемента. Этот метод пригоден и для определения
осмотического давления раствора, так как понижение упругости пара,
вызываемое растворенным веществом, пропорционально осмотическому
давлению раствора.
Преимуществами метода Хилла являются: 1) достаточно высокая точ-
ность (до 1—2°/0); 2) возможность оперировать с малым количеством жид-
кости (около 0.2 мл — для смачивания полоски фильтровальной бумаги
в 1—2 кв. см); 3) небольшая затрата времени (за 30—45 мин. можно про-
извести 4—5 измерений); 4) возможность прямого сопоставления упругости
паров (а следовательно, и осмотического давления) двух исследуемых
жидкостей;1 5) большой диапазон концентраций сравниваемых жидко-
стей (можно определить, например, разницу в упругости паров между рас-
творами в 0.1 м хлористого натрия и 0.2 м сахарозы и между раствором 5 м
хлористого натрия и дистиллированной водой, и т. д.).
1 Другие методы позволяют такое сопоставление только путем сравнения двух
определений, проведенных отдельно одно от другого.
ОСМОРЕГУЛЯЦИЯ У РЫБ И ВОДНЫХ БЕСПОЗВОНОЧНЫХ
151
Аппаратура
Аппаратура состоит из термоэлектрической батареи, водяной бани и
гальванометра.
Термоэлектрическая батарея является главной
частью прибора (фиг. 19). Он смонтирован на полом прямоугольном ос-
тове из латуни, покрытом в целях изоляции бакелитовым лаком. Размеры
остова 23x23x6 мм. Для термо-
элементов, образующих термоэлек-
трическую батарею, применены два
металла: константан и серебро. Элек-
тродвижущая сила тармопары кон-
стантан—серебро при обычных тем-
пературах составляет около 35—40 мв
при разнице температур между двумя
спаями в 1° (Иоффе, 1929). Термо-
электрическая батарея изготовляется
путем посеребрения тонкой (около
0.15 мм) константановой проволоки.
Серебрение производится гальвано-
пластическим путем, по методу Уиль-
сона (Wilson, 1920).1
Проволока плотно намотана на ос-
тов, покрывая почти всю его поверх-
ность таким образом, что получается
71 серебряно-константановая пара.
Элементы соединены двумя проводни-
ками из константановой проволоки;
один из них отходит от одной стороны
батареи (А), другой — от противо-
положной стороны (В).
Проволока, намотанная на по-
верхность остова,так же как и наруж-
ные проводники, покрывается изоля-
цией из бакелитового лака. Вся по-
верхность прибора смазывается рас-
творенным шеллаком, и, наконец,
весь прибор погружается на не-
сколько секунд в расплавленный па-
рафин с воском, чтобы обеспечить полную водонепроницаемость изоляции.
Общая электродвужущая сила, образуемая всеми элементами бата-
реи, составляет около 2500 мкв/на 1°. Это дает возможность улавливать
ничтожные различия в температуре (в тысячные доли градуса), возникаю-
щие на поверхностях А и В. Это свойство прибора и используется для
определения разности упругости паров двух сравниваемых жидкостей.
Термоэлектрическая батарея смонтирована на латунной трубке, ко-
торая укреплена в каучуковой пробке, вставленной в горлышко неболь-
шой стеклянной камеры. В качестве камеры можно использовать зооло-
Фиг. 19. Прибор для термоэлектриче-
ского определения упругости паров вод-
ных растворов. (По НШ, 1930).
Д — изолированный пилушкл!! остов термо-
элемента, частично освобожденный от прово-
локи; Е — то же самое сбоку; АА — линия
соединения; В — латунная трубка; В — кау-
чуковая пробка; Г — стеклянная трубка, в
которой проходят провода к гальванометру.
1 Мы не вдаемся в описание технических деталей гальванопластической обработки
константановой проволоки, так как изготовление термоэлектрической батареи Хилла
неосуществимо лабораторными средствами. Прибор необходимо заказать какой-либо
экспериментальной мастерской физиологической аппаратуры.
152
Е. А. ВЕСЕЛОВ
гическую пробирку соответствующих размеров. У основания латунной
трубки просверливается небольшое отверстие, необходимое для сообще-
ния камеры с наружной атмосферой.
Тщательно изолированные проводники выводятся наружу через стек-
лянную трубку, которая заполняется парафином.
Присоединение проводников к гальванометру производится через
переключатель таким же образом и с такими же предосторожностями,
как и при монтировке термоэлектрического криоскопа (см. стр. 144).
На одну поверхность батареи (4) кладется небольшая полоска фильтро-
вальной бумаги подходящего размера, смоченная в растворе (а), на дру-
гую поверхность (Б) кладут такую же полоску фильтровальной бумаги,
смоченную другим раствором (6). Камеру необходимо держать во влажном
состоянии, для этого на ее внутреннюю стенку кладут длинную полоску
фильтровальной бумаги, смоченную в третьем растворе (с).'
Допустим, что Ра, Рь и Рс — давление водяных паров трех раство-
ров. Так как раствор (с) имеется в избытке, то давление паров в камере
равно Рс, исключая непосредственное соседство поверхности А и В.
Скорость конденсации влаги на поверхности А будет равна
К(Ре-Ра), (1)
причем К — константа, зависящая от прибора, температуры внутри
камеры и барометрического давления.
Подобным же образом скорость конденсации влаги на поверхности В
равна
К(РС-РЬ), . (2)
где величина К та же самая, так как термоэлектрическая батарея
симметрична.
Благодаря осаждению влаги на двух поверхностях термоэлектри-
ческой батареи температура поверхности имеет тенденцию повышаться
по сравнению с окружающей средой. Спустя несколько минут повы-
шение температуры сбалансируется потерей тепла благодаря теплопро-
водности и т. п. и установится устойчивое состояние, при котором
температура на поверхности А будет превышать температуру окру-
жающей среды на
K^P'-PJ. (3)
В то же время температура на поверхности В будет превышать
температуру окружающей среды на величину, равную
К^Ре-Ръ), (4)
причем константа Кг (подобно К) зависит от прибора, температуры и
барометрического давления.
Таким образом, различие температур поверхности А и В составляет:
/<,(РЬ-Ра). . (5)
Оно, как видим из этих формул, не зависит от давления пара раствора (с).
Следовательно, электродвижущая сила, развивающаяся в термоэлек-
трической батарее, равна: ;
К(Рь-Ра), . . . (6)
ОСМОРЕГУЛЯЦИЯ У РЫБ И ВОДНЫХ БЕСПОЗВОНОЧНЫХ
153
причем К — это константа, зависящая от свойств данного прибора, тем-
пературы и барометрического давления, а Рп и Pfj — упругость пара
двух сравниваемых растворов на поверхности батареи.
Величину К, характерную для данного прибора, можно определить
путем калибровки аппарата растворами, имеющими известную упругость
пара (и, следовательно, известное осмотическое давление), при одной и
той же температуре внешней среды и неизменном барометрическом дав-
лении.
Различие температуры между двумя поверхностями, вызываемое не-
одинаковой скоростью испарения, очень невелико. Например, при 1%-м
растворе хлористого натрия, с одной стороны, термоэлемента и дистилли-
рованной водой — с другой стороны, при температуре внешней среды
20° прибор развивает электродвижущую силу всего 12 мв, что составляет
разницу температур около 0.0048°.
Изменение барометрического давления можно учесть и элиминировать
при калибровании прибора или наблюдениями в день эксперимента за
растворами, имеющими определенную упругость паров или точно извест-
ное осмотическое давление.
Водяная баня служит для сохранения постоянства темпера-
туры, которое необходимо тщательно соблюдать в период эксперимента.
Для этой цели можно использовать любой тип водяной бани (напри-
мер, применяемый для аппарата Варбурга, см. стр. ИЗ), лишь бы он удо-
влетворял следующим условиям. Баня должна иметь достаточно совер-
шенную терморегуляцию, которая обеспечивала бы сохранение постоян-
ства температуры в пределах 0.001°. Для этого необходима достаточная
емкость бака (не менее 10—20 л воды) и хорошо отрегулированная работа
мешалки и автоматического ртутно-толуолового терморегулятора, вклю-
ченного в общую сеть с реле и электрическим подогреванием воды.
Калибрование прибора производится путем определения силы тока,
возникающего в результате разности концентраций между растворами
(а) и (6), криоскопическая точка которых точно известна.
Для увлажнения камеры можно применять физиологический раствор
(0.7%-го хлористого натрия). Вместо раствора (а) следует взять дважды
дистиллированную воду, а в качестве раствора (6) — раствор какого-
либо неэлектролита (например, глюкозы) или электролита (например,
хлористого натрия) с точно известной криоскопической точкой. Для не-
электролитов ее лучше всего определить криоскопическим путем, например-
по методу Бекмана.
Надо подобрать серию таких контрольных растворов с дельтой (А)
от 0.05 до 3.0° (например, 0.05, 0.1, 0.5, 1.0° и т. д.), т. е. в пределах диа-
пазона концентраций, представляющих наибольший интерес для биолога.
Калибрование производится при строго определенной температуре
внешней среды (например, при 20°). Следует отметить величину атмосфер-
ного давления в момент калибрования по хорошо выверенному барометру.
Калибровка действительна только для данной температуры и барометри-
ческого давления.
Результаты определений наносят на миллиметровую бумагу в виде
номограммы, выявляющей зависимость между показаниями гальвано-
метра и депрессией раствора. Полезно иметь подобные номограммы для
различного барометрического давления.
Определение осмотического давления исследуемой жидкости произ-
водится таким же путем, как и калибрование, только вместо раствора (Ь)>
берут исследуемую жидкость.
154
Е. А. ВЕСЕЛОВ
На основании показаний гальванометра нетрудно вычислить, поль-
зуясь номограммой, составленной при калибровании прибора, криоско-
пическую точку исследуемой жидкости. Необходимо следить, чтобы тем-
пература и барометрическое давление во время опыта полностью совпа-
дали с температурой и давлением, при которых происходила калибровка
прибора. Если этого совпадения нет, следует калибровку повторить при
данных условиях температуры и барометрического давления.
Плазмометрические методы
В тех случаях, когда нет возможности пользоваться криоскопическими
или тензиметрическими методами (особенно в экспедиционных условиях),
можно прибегнуть к весьма доступным, хотя и менее точным плазмо-
метрическим методам. Впрочем, эти методы имеют и некоторую самостоя-
тельную ценность. Суть их заключается в подыскании такой концентра-
ции контрольного раствора хлористого натрия или физиологически экви-
лйбрированного солевого раствора, который не вызывает в кусочках
мышечной ткани рыб или беспозвоночных или в эритроцитах рыб ника-
ких заметных осмотических нарушений в виде гемолиза или плазмолиза.
Контрольные растворы лучше всего приготовлять путем добавления
к дистиллированной воде необходимого количества концентрированного
раствора.
Раствор Рингера десятикратной концентрации (10 Ринг.) приготов-
ляется следующим образом.
В мерную литровую колбу наливают около % л дистиллированной воды
и последовательно растворяют следующие соли:
хлористого натрия (NaCl)....................... 75.0 г
хлористого кальция (СаС1а • 6Н2О).............. 1.25 г
хлористого калия (КС1)..........................0.75 г
двууглекислого натрия (NaHCO3)................. 1.25 г
— затем доливают колбу дистиллированной водой до метки.
Для приготовления рабочих растворов, необходимых для опыта, в мер-
ные колбочки на 100 или 50 мл наливают из бюретки необходимое количество
концентрированного раствора, затем колбочка доливается водой до метки.
Перед опытом необходимо приготовить серию контрольных растворов
различной концентрации. Она должна охватывать всю гамму ожидаемых
колебаний осмотического давления крови или тканевых соков исследуе-
мых объектов. Например, для пресноводных костистых рыб желателен
диапазон от 0.25 до 2.5 Ринг. Контрольные растворы следует хранить
в чисто вымытых колбочках с каучуковыми или притертыми стеклян-
ными пробками. Нужно избегать какого-либо изменения концентрации
контрольного раствора путем испарения.
Осмотическая концентрация контрольных растворов устанавливается
методом Бекмана. Достаточно произвести определения дельты 4—5 рас-
творов (крайних и средних величин ряда). На основании этих определений
поставляется на миллиметровой бумаге график — номограмма, по кото-
рой легко найти депрессию любого контрольного раствора в пределах
данного ряда путем интерполяции.
В некоторых случаях можно вместо эквилибрированного раствора ис-
пользовать 7—8%-й раствор хлористого натрия.
ОСМОРЕГУЛЯЦИЯ У РЫБ И ВОДНЫХ БЕСПОЗВОНОЧНЫХ
155
П лаз мо литический метод Овертона
Этот метод применен впервые Овертоном (Overton) для изучения осмо-
тических свойств тканей и органов.
Принцип метода. Нужно подобрать контрольный раствор,
не вызывающий ни набухания, ни отбухания кусочка ткани.
Следует отметить, что найденная таким путем величина не будет, ко-
нечно, в точности соответствовать криоскопической точке тканевых со-
ков. Она характеризует способность ткани к отбуханию и набуханию,
которая лишь частично зависит от осмотической концентрации клеточных
соков. Это обстоятельство, однако, не умаляет значения метода, а, напро-
тив, делает еще ценнее полученные результаты.
Для исследования подобным методом можно использовать некоторые
органы и мышечную ткань рыб и крупных беспозвоночных (например,
мускулатуру ноги двустворчатых моллюсков).
Ход определения. Кусочки мышцы или органа нарезаются
анатомическими ножницами или острым скальпелем в виде прямоуголь-
ных пластинок, приблизительно 10x10x5 мм. После взвешивания на
аналитических или (что гораздо удобнее) на торзионных весах кусочки
раскладываются по бюксам с контрольными растворами различной кон-
центрации (по два кусочка в каждою бюксу). Количество солевого раствора
во всех бюксах должно быть одинаковое (не менее 10—15 мл).
Через 1 час кусочки снова взвешивают, с точностью до 0.5 мг. Перед
взвешиванием кусочек подсушивается от избытка раствора на фильтро-
вальной бумаге. В результате опыта устанавливают, в каком солевом
растворе вес кусочков остался неизменным.
Если окажется, что в одном растворе происходило набухание, а в сле-
дующем растворе, с более высокой концентрацией — отбухание ткани,
изотоническую концентрацию вычисляют интерполяцией или вводят
в опыт растворы с промежуточной концентрацией.
Эритроцита метрические методы
Существуют два метода с применением эритроцитов для определения
•осмотического давления крови рыб: микроскопический и гематокрит-
ный.
Микроскопический метод
Принцип метода состоит в поисках контрольного солевого раствора,
не вызывающего заметных осмотических нарушений (гемолиза или плаз-
молиза) в телах эритроцитов исследуемого вида рыб.
Ход определения. Небольшое количество исследуемой
крови на кончике стеклянной палочки вносят в капли контрольных со-
левых растворов различной концентрации, нанесенные на предметные
стекла. Капли накрывают покровными стеклами и исследуют под микро-
скопом изменения в состоянии эритроцитов,
Пример.
Контрольный раствор Изменение эритроцитов крови карпа
0.01 м...................Гемолиз.
0.05 м...................Гемолиз.
0.08 м....................Плазмолиз (сморщива-
ние эритроцита, деформация,
характерная для гипертони-
ческих условий сцеды.
•0.12 м.................. То же.
156
Е. А. ВЕСЕЛОВ
В приведенном примере концентрация раствора NaCl, изотоничного
крови исследуемого экземпляра карпа, находится между 0.05 и 0.08 м
(осмотическое давление — между 2.4 и 3.5 атм.).
Точность метода не превышает 0.5—1.0 атм. и зависит, помимо прочих
условий, от осмотической устойчивости эритроцитов. Если резистент-
ность эритроцитов велика, то гемолиз не происходит даже в растворах,
заметно гипотонических по отношению к плазме крови. В этом случае
точность метода уменьшается. Описанным способом можно производить
лишь грубые определения, чтобы установить порядок величин.
Гематокритный метод
Этот метод более точен, хотя и основан на сходном принципе. Необ-
ходимо подобрать солевой раствор, который не вызывает изменения объема
некоторой массы эритроцитов в гематокрите Гедина.
Фиг. 20. Гематокрит.
Гематокрит состоит из центрифужной насадки и специальных градуи-
рованных пробирочек или капилляров для крови. Насадка имеет раму
для капилляров и патрон для укрепления прибора на оси
0 э электрической центрифуги (фиг. 20). В рамке есть выре-
Фиг. 21. Гра-
дуированный
капилляр гема-
токрита.
зы, в которые вставляются капилляры, закрепляемые
с помощью зажимов или гаечек между каучуковыми
прокладками. Капилляры обычно делаются длиною в 50 мм
и разделены на 100 частей (фиг. 21).
Ход определения. Кровь, взятая для иссле-
дования, предварительно дефибринируется. Для этого
в небольшой стеклянный сосуд помещают несколько
стеклянных шариков и наливают свеже взятую кровь.
Желательно иметь крови до 10—20 мл, во всяком слу-
чае — не менее 5 мл. При меньшем количестве крови про-
цесс ее дефибринирования затрудняется. Во время нали-
вания крови и в следующие 10 мин. производится непре-
рывное взбалтывание при помощи вращательных движе-
ний. Нити фибрина, выпадающего из крови, скапливаются
на шариках. Дефибринированную кровь осторожно отса-
сывают пипеткой в чистую пробирку. Дефибринированная
кровь лишена способности свертываться.
Приготовляют серию контрольных солевых растворов,
так же как и при работе по описываемому выше визу-
альному методу, с таким расчетом, чтобы были охва-
чены возможные границы колебания осмотической
концентрации плазмы крови исследуемых рыб. Например, можно
приготовить 0.05, 0.07, 0.09, 0.11 м и т. д., в некоторых случаях — до
0:50 м NaCl. Первые же ориентировочные опыты покажут, какая часть
этого ряда необходима для экспериментов с данным видом рыбы. Приго-
ОСМОРЕГУЛЯЦИЯ У РЫБ И ВОДНЫХ БЕСПОЗВОНОЧНЫХ
157
товление растворов удобнее производить путем разбавления дистилли-
рованной водой точно приготовленного концентрированного раствора
(10 Ринг, или 1.0-молярный раствор NaCl).
В небольшие пробирочки или бюксочки отмеривают микропипеткой
по 0.2 мл крови и по 0.8 мл контрольных солевых растворов. Дефибри-
нированную кровь перед взятием пробы необходимо взболтать. Контроль-
ную пробу приготовляют, смешивая дефибринированную кровь с плаз-
мой крови того же вида рыбы. Для получения плазмы надо отлить немного
дефибринированной крови в пробирку и подвергнуть центрифугированию.
Форменные элементы крови осядут на дно пробирки, а плазму можно
осторожно отсосать пипеткой.
Капилляры гематокрита заполняются одинаковым объемом (до оди-
наковой метки) смеси крови с солевыми растворами. Все пробы подвер-
гаются энергичному центрифугированию до полного осаждения эритро-
цитов и до тех пор, пока объем осажденных эритроцитов не станет неиз-
менным. В некоторых случаях это происходит только через 2—2х/2 часа
после начала центрифугирования (Hamburger, 1925).
Изотоничным плазме крови будет тот раствор, в котором не произой-
дет изменения объема эритроцитов по сравнению с контрольной про-
бой.
Определение осмотической резистентности
эритроцитов
Резистентность (устойчивость) эритроцитов рыб к действию гипо7
тонических растворов неодинакова у различных видов рыб. Кроме того,
она изменяется под влиянием различных факторов внешней и внутрен-
ней среды, в особенности в результате ц'атологических условий.
Поэтому исследование осмотической резистентности эритроцитов рыб
представляет большой интерес как одно из средств характеризовать физио-
логическое состояние рыбы.
Принцип метода. При помещении эритроцитов в гипото-
ническую среду (дистиллированную воду или гипотонический раствор
хлористого натрия) происходит гемолиз. Эритроциты под действием ос-
мотических сил разбухают, их оболочки разрываются, и гемоглобин пе-
реходит в раствор, образуя «лаковую кровь». Осмотическая резистент-
ность эритроцитов характеризуется той наименьшей концентрацией
раствора NaCl, которая уже не вызывает гемолиза.
Ход определения. В 12 пробирок разливают растворы хи-
мически чистого хлористого натрия различной концентрации, по 2.5 мл
® каждую пробирку. Наиболее обычный диапазон концентрации — от
0.30 до 0.74% хлористого натрия. Приводим пример такого ряда:
№ пробирки Концентрация № пробирки Концентрация
1 0.30% 7 0.54%
2 0.34 8 0.58
3 0.38 9 0.62
4 0.42 10 0.66
5 0.46 И 0.70
6 0.50 12 0.74
158
Е. А. ВЕСЕЛОВ
Возможно, что для некоторых видов рыб возникнет необходимость
сдвинуть или расширить указанные выше границы шкалы концентраций.
Растворы приготовляют, разбавляя точный 10%-й раствор NaGl ди-
стиллированной водой. Например, для получения 0.30 %-го раствора
надо взять в мерную колбу 3.0 мл 10%-го раствора NaGl и долить дистил-
лированной водой до объема 100 мл.
После разлива растворов по пробиркам в каждую из них добавляется
микропипеткой по 0.05 мл исследуемой крови. Смесь встряхивают и оста-
вляют стоять в спокойном состоянии (в штативе для пробирок) в течение
1 часа. Путем сравнения пробирок друг с другом можно установить,
в каких пробирках произошел гемолиз.
Показанием максимальной осмотической устойчивости эритроцитов
служит та концентрация NaCl, в которой уже заметны слабые следы за-
держки гемолиза, в то время как во всех пробирках слева произошел
полный гемолиз. В правой стороне ряда отмечают ту пробирку, в кото-
рой появляются первые следы гемолиза, в то время как в пробирках
справа можно отметить полное отсутствие гемолиза. Концентрация рас-
твора в этой пробирке служит показателем минимальной осмотической
резистентности эритроцитов.
МЕТОДЫ ИЗУЧЕНИЯ ФУНКЦИЙ ОСМОРЕГУЛЯТОРНЫХ ОРГАНОВ
Осморегуляторные процессы складываются по крайней мере из двух
элементов: регуляции водного балансу организма и регуляции минераль-
ного состава внутренней среды. Эти процессы у водных организмов осу-
ществляются при участии многих органов: поверхности тела, органов
дыхания (жаберного аппарата), органов выделения и кишечного тракта.
Остановимся на важнейших методах изучения указанных сторон
жизнедеятельности водных организмов.
Методы изучения водного баланса
Наиболее простым средством изучения изменений общего содержания
воды в организме при кратковременном опыте (в пределах от 1 часа до
40—50 часов) является наблюдение над изменением объема или веса
подопытных животных.
Подобные наблюдения имеют большое значение при изучении дей-
ствия на водных животных повышенной: или пониженной солености или
смещения активной реакции воды. Преимущество этого метода в том,
что он позволяет сопоставлять ряд последовательных стадий изменения
водного баланса у одного и того же экземпляра (Gueylard et Portier,
1917а, 1917b; Gueylard, 1924; Keys 1933; Веселов, 1949). Подобный метод
неприменим при более длительных опытах, так как изменения веса или
объема тела животного в результате регуляции водного обмена затуше-
вываются общими явлениями ассимиляции и диссимиляции.
Более точные результаты дает определение сухого веса всего
организма или отдельных его органов и тканей. Этот метод можно
использовать при опытах любой длительности. Его недостаток в том,
что с каждым экземпляром животного можно поставить только один опыт,
сделать одно определение. Закономерность процесса можно вывести
только из большого числа определений, сделанных на массовом материале.
ОСМОРЕГУЛЯЦИЯ У РЫВ И ВОДНЫХ БЕСПОЗВОНОЧНЫХ
159-
Методы изучения изменений объема или веса
водных животных
Общий ход опыта сводится к следующему. Подопытных животных
(рыб или беспозвоночных) размещают в стеклянные сосуды с различными
условиями солености или pH. Через известные промежутки времени (ЗОмин.
или 1 час) производят определения веса или объема каждого подопытного
животного, до тех пор пока не наступит равновесие. В результате вес
или объем при двух-трех последних измерениях оказывается более или
менее неизменным.
Определение объема. Для мелких объектов (икры и ли-
чинок рыб, личинок насекомых, мелких ракообразных и т. д.) в некоторых
случаях вместо взвешивания можно при-
менить определение объема с помощью
волюнометра В. А. Золотова (1939).
Прибор легко смонтировать самому
(фиг. 22). Он состоит из стеклянного
цилиндра, соединенного резиновыми
трубками со стеклянной воронкой и с
измерительной пипеткой. Обе трубки
снабжены стеклянными кранами. Для
соединительных трубок необходимо ис-
пользовать или так называемую «нипель-
ную» резиновую трубку или, что еще
лучше, толстостенный вакуумный кау-
чук с узким просветом. Эти предосто-
рожности нужны для того, чтобы изме-
нение положения трубки не влияло на
точность измерения.
Размеры сосуда могут быть различ-
ными в зависимости от величины объек-
тов. Полезно иметь несколько сменных
сосудов разного объема, от 7—15 мл
и более.
Фиг. 22. Прибор Золотова для изме-
рения объема биологических объек-
тов.
Сосуд закрывается косо срезанной хорошо притертой поршневой
стеклянной трубкой (фиг. 23). На короткой стороне поршня имеется
небольшой желобок (риска). В стенке сосуда просверлено маленькое от-
верстие, которое приходится, при соответствующем повороте поршня,,
напротив верхнего края риски. Эту часть прибора надо заказать стекло-
дуву.
Объем пипетки, соединенной с измерительным сосудом, зависит тоже
от размера объектов. Для мелких объектов нужно применять микропи-
петку на 1—3 мл с делениями до 0.01 мл. При объеме объекта до 50—100 мл
можно подключать к прибору бюретку Мора с делениями до 0.1 мл.
Измерительный сосуд и воронка укрепляются на химическом шта-
тиве; воронка располагается выше цилиндра. Пипетка или бюретка, слу-
жащая измерительной шкалой, кладется на подставку штатива или на ла-
бораторный стол.
Порядок работы с прибором следующий:
1) через воронку наливают в прибор некоторое количество воды;
в измерительной пипетке уровень воды доводится до нулевого деления,,
затем кран пипетки закрывают;
160
Е. А. ВЕСЕЛОВ
2) измерительный цилиндр заполняется водой; для этого риску поршня
совмещают с отверстием в стенке цилиндра; в воронку с закрытым краном
наливается вода; открыв кран воронки, выпускают воду в цилиндр пока
она не заполнит его полностью, вытеснив воздух через отверстие в стенке;
после этого надо закрыть кран воронки;
3) осторожно открывают пробку цилиндра и помещают в него ис-
следуемый объект, предварительно обсушенный фильтровальной бу-
магой от избытка влаги на поверхности тела;
4) придав вертикальное положение измерительной пипетке, откры-
вают ее кран; закрывают пробкой измерительный цилиндр таким обра-
зом, чтобы риска поршня при-
ходилась против отверстия в
стенке цилиндра;
5) постепенным поднятием
пипетки вытесняют весь воздух
из измерительного цилиндра и
закрывают отверстие пово-
ротом пробки;
Фиг. 24. Изменение живого веса ка-
расей под действием солевых эквили-
брированных растворов различной кон-
•центрации.
Фиг. 23. Цилиндр прибо-
ра Золотова.
А — головка пробки; Б — порш-
невая часть цилиндра; В —
отверстие цилиндра; Г — же-
лобок пробки.
6) придав пипетке строго вертикальное положение, отсчитывают
объем воды в пипетке; это и есть объем исследуемого объекта.
О п р е д едение веса. Определение веса более кропотливо,
но зато дает более достоверные результаты. Для мелких объектов весом
до 500 мг удобнее всего пользоваться торзионными весами; для объек-
тов весом от 0.5 до 5 г — аналитическими, а для более крупных (от 5 до
50 г) — техно-химическими. При работе с мелкими беспозвоночными
(например, с гаммаридами) имеет смысл оперировать не с отдельными
экземплярами, а с большим числом особей (100 и более), получая некото-
рую среднюю величину. В результате точность определений увеличивается
и элиминируются индивидуальные отличия отдельных особей.
Перед взвешиванием надо обсушивать подопытных животных филь-
тровальной бумагой для удаления избытка поверхностной влаги.
Очень подвижные и беспокойные объекты (например, некоторые рыбы)
взвешиваются в воде. На правой и левой чашках весов устанавливается
посуда, соответствующая размеру объектов: бюксы на аналитических
весах, химические стаканы или аквариумные сосудики — на техно-хими-
ОСМОРЕГУЛЯЦИЯ У РЫВ и водных БЕСПОЗВОНОЧНЫХ
1Q1
ческих весах. В сосуды предварительно наливается достаточное количество
той жидкости, в которой ведется опыт (вода или солевой раствор соответ-
ствующей концентрации). Окончательное уравновешивание чашек ве-
сов легко осуществить, приливая из пипетки по каплям жидкость
в тот или иной сосуд. После точного уравновешивания чашек
весов с сосудами в левый сосуд помещают подопытный объект и взвеши-
вают его как обычно.
Фиг. 24 дает наглядное представление о том, как изучение изменения
веса рыбы под действием измененных солевых условий приводит к вскры-
тию связи между выживаемостью пресноводных рыб в солевой среде и
способностью их организма удерживать воду.
Определение о б щ его содержания воды в ор-
ганизме и в отдельных тканях и органах. Содержа-
ние воды вычисляется на основании определения сухого веса:
п = М — т,
где п — количество воды в %, М — общий вес объекта до подсушивания
(для целого организма — живой вес), принимаемый за 100%, т — су-
хой вес в % от общего веса.
Этот метод отражает лишь статику явления, не вскрывая хода изме-
нений в одном и том же организме.
При небольших размерах подопытных животных можно определять
сухой вес всего организма, а не какой-либо отдельной ткани. Для более
крупных объектов (например, крупных рыб) необходимо брать небольшие
пробы мышечной ткани. Эта ткань берется потому, что она составляет
основную массу тела рыбы. В отдельных случаях можно брать пробы
тканевой массы других органов.
Объект исследования обсушивается куском фильтровальной бумаги
и взвешивается в бюксе с точностью до 1—2 мг. Затем этот материал в от-
крытых бюксах помещается на двое суток в сушильный шкаф. Темпера-
тура должна постепенно повышаться до 105°. В конце вторых суток про-
изводится двухкратное взвешивание, с промежутком в 2—3 часа; если
проба достаточно высушена, то показания обоих взвешиваний вполне
совпадают. Это и будет сухой вес пробы?
Изучение осморегуляторной функции почек
Взятие пробы мочи
Собирание пробы мочи рыб производится при помощи стеклянных
или металлических канюль. Тонкий конец канюли вставляется через мо-
чевое отверстие в мочевой синус или мочевой пузырь рыбы. Противополож-
ный конец канюли необходимо соединить с каким-либо мочеприемником,
объем и размеры которого зависят от размеров рыбы. Для мелких рыб,
весом до 50—100 г, мочеприемником может служить цилиндрический ре-
зиновый баллончик, для. более крупных рыб — крупные каучуковое
баллоны различного размера.
Мочи у рыб выделяется сравнительно немного: от 0.05—1.0 мл (у мор-
ских костистых рыб) до 5—15 мл на 1 кг живого веса в час. Поэтому для
11 Жизнь пресных вод, т. IV, ч. 2
162
Е. А. ВЕСЕЛОВ
собирания мочи необходимо канюлю с мочеприемным баллончиком при-
крепить на некоторое время к телу рыбы при помощи мягких и растя-
жимых резиновых колец или
тесемок (фиг. 25).
На фиг. 26 изображены
разного типа канюли для
взятия мочи у рыб. Мартре
(Martret, 1939) использова-
ла для сбора мочи рези-
новый баллон с наконечни-
ком, применяемый для меди-
цинских целей (фиг. 27).
Исследование мочи
Фиг. 25. Взятие мочи у карпа. Для изучения осморегу-
ляторной функции почек
важно установить: 1) количество мочи, выделяемой в единицу времени
(1 час) на единицу живого веса рыбы (1 кг); 2) осмотическую концен-
трацию мочи; 3) содержание главных компонентов мочи, определяющих
ее осмотические свойства: хлоридов и мочевины.
Фиг. 26. Канюли для взятия
мочи у рыб.
Фиг. 27. Резиновый баллон для собирания
мочи у рыб.
Определение количества мочи
Необходимо собрать и измерить всю мочу, выделяемую рыбой за не-
который период (не менее чем за 1 час, лучше — за 3—5 часов). Искомая
величина V в мл мочи на 1 кг живого веса в 1 час вычисляется по формуле:
где Ух — общее количество собранной мочи в миллилитрах, t — время,
в течение которого собиралась моча, в часах, и М — вес рыбы в кило-
граммах.
Осмотическая концентрация мочи определяется одним из описанных
выше способов, например — путем микрокриоскопии.
Определение хлоридов по методу Мора дано в гл. 50 настоящей книги.
ОСМОРЕГУЛЯЦИЯ У РЫВ И ВОДНЫХ БЕСПОЗВОНОЧНЫХ
163
Определение мочевины по способу
Бородин а—К оварского
Принцип метода. Мочевина, содержащаяся в пробе мочи,
разлагается при помощи бромоватистокислого натрия на азот, углекис-
лый газ и воду. Углекислый газ связывается щелочью, а количество
выделенного азота определяется объемным путем. По количеству выделен-
ного азота можно определить количество мочевины.
Ход реакции:
CO(NH2)2 + NaBrO = N2 + СО2 + 3NaBr + 2Н2О.
Необходимые реактивы: 1) насыщенный раствор хлористого натрия
и сернокислого калия (150 г сернокислого калия и 350 г хлористого нат-
трия нагревают до кипения в 1 л дистиллированной воды, охлажда-
ют, потом фильтруют), 2)33%-й водный раствор едкого натра, 3) бром,
4) 10%-я трихлоруксусная кислота.
Аппаратура. Для определения моче-
вины применяется аппарат Поварского (фиг. 28).
Он состоит из укрепленных на штативе двух
трубок, соединенных каучуковой трубкой та-
ким образом, что вместе получается как бы
одна U-образная трубка. Левое колено разделе-
но на верхнюю и нижнюю части, они градуи-
рованы и соединены краном. Нижняя часть
правого колена снабжена трехходовым кра-
ном и боковой трубкой для стока жидкости.
К прибору прилагается пипетка с шарообраз-
ным расширением для отсасывания жидкости
из верхней части левого колена.
Техника определения.
1) разбавить мочу в 4 раза дистиллирован-
ной водой;
2) отмерить пипеткой в пробирку 2.5 мл
разбавленной мочи;
3) добавить 2.5 мл трихлоруксусной кислоты,
хорошенько перемешать, затем отфильтровать
Фиг. 28. Аппарат Поварско-
го для определения моче-
вины.
пробу;
4) наполнить прибор Коварского раствором хлористого натрия с серно-
кислым калием; для этого надо: а) открыть верхний кран, б) нижнему
крану придать такое положение, чтобы оба колена прибора были соеди-
нены, в) наливать раствор в правую трубку, пока уровень жидкости не
достигнет верхнего крана в левой трубке;
5) закрыв верхний кран, нижнему придать такое положение, чтобы
боковая трубка (для стока) была соединена с левым коленом; в резуль-
тате в нижней части левой трубки возникает отрицательное давление;
6) удалить пипеткой из верхней части левой трубки избыток жидко-
сти и налить сюда фильтрат (см. пункт 3), отметив по шкале его уровень.
7) осторожно открыть верхний кран и пропустить из верхней части
в нижнюю 2.5 мл фильтрата, затем закрыть кран, удалить избыток филь-
трата из верхней части трубки и промыть ее несколько раз дистилли-
рованной водой;
8) отмерить в пробирку 10 мл и 33%-го раствора NaOH и прибавить
под тягой из капельницы 20 капель брома; тщательно смешать;
11*
164
Е. А. ВЕСЕЛОВ
9) налить смесь в верхнюю часть левой трубки и, открыв верхний кран,
пропустить в нижнюю часть 5—9 мл раствора; при этом произойдет вы-
деление газа, который оттеснит раствор хлористого натрия и сернокислого
калия; избыток раствора выливается через боковую трубку;
10) через 10—15 мин. (когда прекратится выделение газа) нижнему
Крану придают такое положение, при котором правая и левая трубки
сообщаются;
И) необходимо измерить объем газа при данном атмосферном давлении;
для этого поднимают или опускают правую трубку, придавая ей такое по-
ложение, при котором уровень жидкости в обеих трубках будет одина-
ковым; измеряют объем газа по делениям на левой трубке. Одновременно
необходимо измерить температуру воздуха и барометрическое давленые.
Вычисление результатов. Найденный объем газа приво-
дят к нормальным условиям (i=0°, />атм.=760 мм), пользуясь /следую-
щей формулой:
у/ __F-(&-/)• 273
760 • (273 4-4) ’
где Ъ — барометрическое давление в мм ртутного столба в момент отсчета
объема газа, с учетом поправок к показаниям барометра (см. табл. 1);
t — температура воздуха в момент отсчета; / — упругость водяного пара
при данной температуре в мм ртутного столба (табл. 2).
При нормальных условиях 1 куб. см сухого азота весит 0.0012508 г,
что соответствует 0.0026814 г мочевины. При расчете учитывается степень
разведения мочи в процессе анализа.
Таким образом, количество мочевины в граммах в 1 л мочи (М) равно:
_ 0-0026814 • d • 1000
п •
где d — степень разбавления мочи при анализе, а. п — количество разбав-
ленной мочи, пропущенной в среднюю часть левой трубки прибора. В на-
шем случае d=8 (так как моча была разбавлена в 4 раза дистиллированной
Таблица 1
Таблица поправок к показаниям барометра
(из Броуде, 1939)
Количество миллиметров ртутного столба, которое надлежит вычесть
из показаний барометра для приведения к 0°
Темпера- тура Стеклянная шкала Латунная шкала Темпера- тура Стеклянная шкала Латунная шкала
7о 0.9 0.9 16° 2.1 1.9
8 1.0 1.0 17 2.2 2.1
9 1.2 1.1 18 2.3 2.2
10 1.3 1.2 19 2.4 2.3
11 1.4 1.3 20 2.6 2.4
12 1.5 1.5 21 2.7 2.5
' 13 1.7 1.6 22 2.8 2.7
14 1.8 1.7 23 2.9 2.8
15 1.9 1.8 24 3.1 2.9
ОСМОРЕГУЛЯЦИЯ У РЫБ И ВОДНЫХ БЕСПОЗВОНОЧНЫХ
165
Таблица 2
Таблица упругости насыщенного водяного пара
(из Броуде, 1939)
Темпера- тура Упругость (мм рт. ст.) Темпера- тура Упругость (мм рт. ст.) Темпера- тура Упругость (мм рт. ст.)
0.0° 4.6 10.0° 9.2 20.0° 17.5
0.5 4.8 10.5 9.5 20.5 18.1
1.0 4.9 11.0 9.8 21.0 18.6
1.5 5.1 11.5 10.2 21.5 19.2
2.0 5.3 12.0 10.5 22.0 19.8
2.5 5.5 12.5 10.9 22.5 20.4
3.0 5.7 13.0 11.2 23.0 21.1
3.5 5.9 13.5 11.6 23.5 21.7
4.0 6.1 14.0 12.0 24.0 22.3
4.5 6.3 14.5 12.4 24.5 23.1
5.0 6.5 15.0 12.8 25.0 23.8
5.5 6.8 15.5 13.2 25.5 24.5
6.0 7.0 16.0 13.6 26.0 25.2
6.5 7.3 16.5 14.0 26.5 26.0
7.0 7.5 17.0 14.5 27.0 26.7
7.5 7.8 17.5 15.0 27.5 27.5
8.0 8.0 18.0 15.5 28.0 28.3
8.5 8.3 18.5 16.0 28.5 29.2
9.0 8.6 19.0 16.5 29.0 30.0
9.5 8.9 19.5 17.0 29.5 30.9
водой, затем благодаря приливанию трихлоруксусной кислоты проба
разбавлена еще в 2 раза), а и=2.5 мл.
Вычисление можно упростить, воспользовавшись готовыми таблицамй
Мальчевского (Галвяло и Владимиров, 1936, стр. 115—118). В таблицах
прямо указано количество мочевины в миллиграммах, соответствующее
1 куб. см (мл) азота при данной температуре и атмосферном давлении.
В этом случае нет нужды приводить объем азота к нормальным условиям,
следует лишь учесть степень разбавления мочи:
M=V^
т • d 1000
п
где — объем азота при данной температуре и давлении в миллиграммах,
т — количество мочевины на 1 куб. см (мл) азота (т. е. величина, найден-
ная по таблице Мальчевского). |
(Методы изучения осморегуляторной функции жаберного аппарата
и покровов тела рыб
Представляет большой интерес изучение роли жаберного аппарата
в процессах осморегуляции у рыб. Как известно, у морских и пресновод-
ных костистых рыб жабры функционируют в этом отношении по-разному.
У морских костистых рыб они выделяют минеральные соли из организма
во внешнюю среду, а у пресноводных рыб, наоборот, жабры абсорбируют
соли из внешней среды. Водный обмен у этих двух групп рыб тоже про-
исходит по-разному. Пресноводным рыбам постоянно угрожает оводнение
благодаря резкой гипертонии внутренней среды по отношению к внешней
166
Е. А. ВЕСЕЛОВ
среде. Поэтому у них работа осморегуляторных механизмов направ-
лена на удаление избытка воды из организма и удержание солей в орга-
низме. Организму морских костистых рыб грозит, наоборот, обезвожива-
ние, так как их внутренняя среда гипотонична по отношению к внешней
среде. Работа осморегуляторных механизмов у этих рыб направлена на
сохранение воды в организме и удалении избытка солей.
Существующие методы изучения осморегуляторной функции жабр
и поверхности тела рыб разделяются на две группы. Одни методы исполь-
зуют для экспериментов целостный, неповрежденный организм. Они
основаны на раздельном изучении водного и минерального обмена, про-
исходящего через жаберную поверхность и через остальную поверхность
тела. С этой целью в сосуде, в котором производится опыт, устраивается
герметическая перегородка таким образом, чтобы можно было изучать от-
дельно процессы водного и солевого обмена, просходящие между жабер-
ной частью тела рыбы и внешней средой, с одной стороны, и между осталь-
ной поверхностью тела и внешней средой — с другой стороны.
Вторая группа методов характеризуется тем, что используется не
целостный организм, а так называемый «сердечно-жаберный препарат»
с применением перфузионной методики. В этом случае изучается способ-
ность жаберного аппарата транспортировать воду и минеральные вещества
из внутренней среды во внешнюю и в обратном направлении.
Рассмотрим обе группы методов.
Изучение водного и минерального обмена между
целостным (неповрежденным) организмом и внешней
средой
Методика предложена Сомнером и в более простой форме Дювалем.
Позднее методы были значительно усовершенствованы и усложнены Крогом
Krogh, 1937).
Метод Сомнера
Аквариумный сосуд, в котором производится опыт, разделяется верти-
кальной перегородкой на два отсека, неодинаковые по объему: меньший
Фиг. 29. Схема-опыта по изучению ос-
морегуляторной функции кожи и жабер-
ного аппарата.
П — водонепроницаемая перегородка, разде-
ляющая аквариум на переднюю и заднюю
камеры.
отсек — для головной части подопыт-
ной рыбы, больший — для остальной
части тела (фиг. 29). В перегородке
имеется овальное отверстие для рыбы;
последняя укрепляется таким обра-
зом, чтобы голова находилась по одну
сторону перегородки, а туловище
с хвостовым стеблем — по другую.
Герметичность достигается примене-
нием каучуковой прокладки.
В первом варианте опыта жабер-
ная часть аквариума наполняется
пресной водой, а туловищная — со-
левым раствором. Во втором ва-
рианте — наоборот. Сомнер приме-
нял для изучения осморегуляторных
процессов взвешивание тела рыбы. Он обнаружил, что если жабры карпа,
находятся в пресной воде, а туловище в солевых растворах, вес тела не
ОСМОРЕГУЛЯЦИЯ У РЫВ И ВОДНЫХ БЕСПОЗВОНОЧНЫХ
167
изменяется. При обратной постановке опыта (жабры в солевом растворе)
наблюдается такое же уменьшение веса тела, как и в том случае, когда
вся рыба находится в солевом растворе.
Метод Дюваля
Метод Дюваля является упрощением метода Сомнера. Автор тоже ра-
ботал с карпом. Рыба укрепляется в цинковой трубе, которую погружают
в аквариум с соленой водой таким образом, чтобы вода немного не дохо-
дила до жаберной щели рыбы. Голова и жабры находятся в воздухе.
Время от времени жабры смачиваются водой.
При обратной постановке опыта в солевой раствор погружают голов-
ную часть рыбы, а остальная часть тела находится в воздухе.
Для опытов применяется пресная вода и серия солевых растворов
(или разбавленная морская вода) с различным осмотическим давлением,
Для пресноводных рыб используют растворы с колебанием дельты от
0.02 до 2.0°. В качестве контроля служат рыбы, целиком погруженные
в пресную воду или соответствующие солевые растворы.
В опыте и в контроле производится исследование ц-раствором и Д
криоскопической точки крови, а также содержания хлоридов в крови.
Опыты Дюваля с применением указанной методики показали, что
у карпа покровы тела непроницаемы ни для воды, ни для солей. Напротив,
жабры принимают деятельное участие в регуляции водного и минерального
состава внутренней среды.
Метод К р о г а
Крог путем усовершенствования метода Сомнера и благодаря приме-
нению микроанализа добился возможности изучать обмен ионами между
организмом рыбы и внешней средой. Метод применим и к другим водным
организмам.
Принцип метода заключается в следующем. Исследуемый объект
тщательно промывается аэрируемой дистиллированной водой, затем
выдерживается в точно измеренном объеме пресной воды или в солевых
растворах определенной концентрации. Через известные промежутки
времени внешняя среда исследуется на содержание СГ. Условия внешней
среды можно изменять, уменьшая или увеличивая концентрацию тех
или иных солей.
Ход опыта. Подопытных рыб в период эксперимента не кормят.
Подкармливание значительно усложнило бы эксперимент и исказило бы
результаты. Перед опытом необходима предварительная промывка объекта,
которая производится или в текучей дистиллированной воде, или в по-
стоянном объеме дистилированной воды, которая время от времени за-
меняется свежей. В обоих случаях нужна аэрация дистиллированной воды
продуванием пузырьков воздуха.
Для промывания объектов в текучей дистиллированной воде можно
использовать установку, изображенную на фиг. 30.
Дистиллированная вода должна быть исключительной чистоты и не-
ядовитой. Для этого перегонку воды надо производить дважды в дистил-
лированной установке из хорошо выщелоченного стекла (Воскресен-
ский, 1947).
Качество дистилляционной воды проверяется как на содержание ионов
хлора, так и на ядовитость, , . ,
168
Е. А. ВЕСЕЛОВ
Применяется следующий тест на С1\ Наливают в измерительный
цилиндр 500 мл дистиллированной воды и добавляют 1 мл реактива,
употребляемого для количественного определения (1%% AgNO3 в азот-
Фиг. 30. Установка для промывки
водных животных проточной ди-
стиллированной водой. (По Krogh,
1937). Аэрация производится про-
Дуванйем пузырьков воздуха.
ной кислоте). Если вода свободна от CF,
прибавление реактива не вызывает ника-
кой опалесценции. Напротив, если в воде
имеется хотя бы самое незначительное
количество С1', появляется опалесцен-
ция. В качестве биологического теста
для проверки воды на ядовитость можно
использовать дафний (Daphnia pulex) или
колюшек (Gasterosteus aculeatus или
G. punguitius).
При длительной промывке (до 2—10
суток) можно изучать отдачу в воду СК
из внутренней среды организма. Для этого’
надо точно учитывать объем промывной
дистиллированной воды и анализировать'
ее после опыта на содержание ионов
хлора.
Для изучения процессов обмена ионов
между организмом рыбы и окружающей,
средой применяется специальная гермё-
тическая камера из целлулоида такого
объема, чтобы можно было в нее поме-
стить рыбу. Вода, циркулирующая в ка-
мере, аэрируется и перемешивается воз-
душными пузырьками, как показано на
фиг. 31.
Возможны три варианта опытов. В одних случаях рыбе позволяют
свободно плавать в аэрированной воде. В опытах другого типа камера
Фиг. 31. Установка для изучения
осморегуляци и у рыб. (По Krogh,
1937).
Фиг. 32. Колба
для анализа во-
ды на содержа-
ние С1'. (По
Krogh, 1937).
перегораживается каучуковой мембраной на две части. В передней пот
мещается головной конец рыбы, в задней — остальная часть тела. Жид-
кость, омывающая переднюю часть камеры, тщательно аэрируется.
В заднем отделе камеры такая же жидкость, как и в передней (вода или
ОСМОРЕГУЛЯЦИЯ У РЫБ И ВОДНЫХ БЕСПОЗВОНОЧНЫХ
169
солевой раствор), но без аэрации. Третий вариант опыта состоит в том;
что голова рыбы омывается водой или солевым раствором, а туловище и
хвостовой стебель находятся в воздушной среде. Мочу, которую выде-
ляет рыба, собирают и используют для анализа.
Продолжительность опыта с применением описанной камеры — от
1 до 24 часов. Анализ растворов до и после опыта позволяет выяснить
направление обмена ионов между организмом и внешней средой. С одной
и той же рыбой можно ставить ряд опытов, один за другим, изменяя соле-
вые условия внешней среды. В качестве наружной среды Крог применял
дистиллированную воду, водопроводную воду и разбавленные растворы
Рингера (Ринг./10, Ринг./100, Ринг./200).
Для анализа воды Крог применял микрометоды определения ионов
хлора, натрия, калия, кальция, брома, иода и NO'3 (Krogh, 1937). Опреде-
ление очень малых концентраций производилось в специальных колбоч-
ках из пирекса (фиг. 32). Некоторое количество исследуемой воды (25—
100 мл) выпаривается в такой колбе до объема около 1 мл, чтобы повысить
концентрацию хлоридов. Чтобы кипение было спокойным и проба не за-
грязнялась примесями из воздуха, в сосуды пемещают несколько зернышек
пемзы, свободной от G1'.
Изучение водного и минерального обмен:а
с применением сердечно-жаберного препарата и
перфузионной методики
Метод Ку^лябко
Искусственную циркуляцию внутренней среды на отрезанной рыбьей
голове впервые удалось осуществить Кулябко в 1907 г.
Кулябко поставил опыты с миногой и ганоидными и костистыми
рыбами. Туловище рыбы рассекалось позади сердца. Головная часть тела
укреплялась на корковой пластинке. Она соединялась при помощи ка-
нюли, вставленной в одну из кардинальных вен, с резервуаром, содержа-
щим локковскую жидкость. Отрезанная голова с искусственной циркуля-
цией сохраняла жизнеспособность в течение многих часов. Препарат
использовался для изучения зависимости пульсации сердца и дыхатель-
ных движений жаберных крышек от газового режима искусственной
внутренней среды.
В опытах Кулябко внешней средой служила влажная атмосфера
(жабры смачивались водой), так как он не ставил целью изучение солевого
обмена между внешней и внутренней средой.
Метод Кулябко был приспособлен к изучению осморегуляции рыб
Кейсом (Keys, 1931b), а затем дополнен и усовершенствован Шлипербм
(Schlieper, 1933).
Метод Кейса и Шли пе р а
Метод разработан на угре (Anguilla anguilla). Применяется искус-
ственная циркуляция не только внутренней, но и внешней среды. Внут-
ренней перфузионной жидкостью служит раствор Рингера с глюкозой и
бикарбонатом натрия, внешней — морская вода в различном разбавлении
или соответствующие искусственные эквилибрированные растворы (без
глюкозы). Жаберный эпителий является живой мембраной, разделяющей
обе среды друг от друга.
Измерение водного обмена, происходящего через жаберную мембрану,
производится путем взвешивания внешней и внутренней перфузионной
170
Е. А. ВЕСЕЛОВ
жидкости. Определение концентрации хлоридов этих жидкостей до и
после опыта позволяет судить о минеральном обмене.
Фиг. 33. Сердечно-жаберный препарат угря. (По Keys, 1931а).
А. — металлическая кавюпя для притока наружной перфузионной жидко-
сти в ротовую полость; Б — приток внутренней среды; в — отток внутрен-
ней среды; Г и Г' — жаберные канюли для оттока внешней среды (Д).
Препаровка (на примере угря). Рыбу вынимают из аква-
риума, обсушивают и быстро взвешивают. Головная часть рыбы отделяется
острым ножом от остальной части тела, примерно в 4 см
позади основания грудных плавников. Центральную
нервную систему тотчас же разрушают с помощью тон-
кой проволоки или препаровальной иглы.
Голова кладется спинной стороной вниз в обычную
препаровальную ванночку с восковой массой и закреп-
ляется булавками. Препаровальными ножницами дела-
ют разрез по средней линии брюшной стороны, чтобы
обнажить печень и перикардиальную сумку с сердцем.
Края разреза закрепляют. Затем надо освободить пери-
кард от прилежащих тканей. В печени делается попе-
речный разрез таким образом, чтобы перерезать брюш-
ную печоночную вену. Разрез ополаскивается ринге-
ровским раствором. Через перерезанную вену вводят
Фиг. 34. Стеклян-
ные канюли для
сердечно-жаберно-
го препарата. (По
Schlieper, 1933).
а — сердечная каню-
ля (с «бульбусом»);
б — такая же каню-
ля без «бульбуса»
(неудачна, так как
часть перфузионной
жидкости не доходит
до жабр, а вытекает
обратно, через карди-
нальные вены); в —
жаберная канюля.
канюлю в венозный синус — до входа в предсердие,
тщательно закрепляя ее, перевязав шелковой ниткой.
Канюлю соединяют с резервуаром для внутренней
перфузионной жидкости.
Тотчас же надо направить в сердце сильный ток
перфузионной жидкости, чтобы быстрее вымыть кровь
из жаберных сосудов. Если вскоре из перерезанной
спинной аорты (Aorta descendens) начнет вытекать пер-
фузионная жидкость, препарат следует считать удач-
ным. Успех зависит от скорости выполнения перечис-
ленных операций. Промежуток времени между отреза-
нием головы и пуском тока перфузионной жидкости не
должен превышать 4—6 мин.
Вторая канюля вводится в спинную аорту. G помощью изогнутой
хирургической иглы аортальная канюля перевязывается прочной шелко-
вой ниткой.
ОСМОРЕГУЛЯЦИЯ У РЫВ И ВОДНЫХ БЕСПОЗВОНОЧНЫХ
171
Обе канюли неподвижно закрепляют с помощью зажимов и комочков
пластелина или мягкой восковой массы (фиг. 33—35).
После введения в действие внутренней перфузионной системы уста-
навливают циркуляцию наружной среды. Две стеклянные канюли
с одетыми на них кусочками мягкой резиновой трубки вставляют в жа-
берные отверстия и укрепляют путем перевязки. Различные типы канюль
изображены на фиг. 34. Затем в дне ротовой полости препаровальной иглой
проделывается отверстие, в которое вставляют стальную канюлю для при-
тока наружной перфузионной жидкости. Ротовое отверстие плотно за-
Фиг. 35. Общий вид перфузионной установки, (По Schlieper,
1933).
1,2 — колбы с перфузионной внутренней средой; 3, 4 — приемные колбы
для внутренней среды; 5,6 — колбы с внешней средой; 7,в и 9,10 — кол-
бы для приема внешней среды; е, мс, а — двойные стеклянные краны.
А — операционный столик. Б и 0, В и г — вакловные плоскости.
крывается зажимами и при помощи комочков пластелина. Все эти опера-
ции надо проделывать таким образом, чтобы была обеспечена полная
герметичность системы; ни одна капля перфузионной жидкости не должна
протекать из ротовой и жаберной полостей мимо канюль.
Сначала надо пустить ток внешней среды сильной струей, чтобы вы-
мыть из ротовой полости слизь, пузырьки воздуха, ил и т. п. Затем пер-
фузионный ток регулируется двумя зажимами таким образом, чтобы
жидкость выходила из жаберной полости равномерно через обе жаберные
канюли.
. На фиг. 35 изображена общая схема перфузионной установки. Запас
перфузионной жидкости помещается в спаренных колбах — резервуа-
рах; одна пара для внутренней среды, другая — для внешней. Колбы
находятся на деревянных подставках, имеющих наклонные плоскости,
обитые бархатом (для лучшего сцепления и устранения самопроизвольного
скольжения). Это простое приспособление обеспечивает возможность
изменять уровень колб с жидкостью и регулировать давление перфузион-
ной среды. Последнее нужно поддерживать таким образом, чтобы как
внутренняя, так и наружная среда протекали со скоростью 100—150 мл
172
Е. А. ВЕСЕЛОВ
Фиг. 36. Колба для перфу-
зионной жидкости. (По
Schlieper, 1933).
в час. Спаренность колб обеспечивается присоединением к каждой трубке,
идущей к канюле, двойного крана. Поворотом крана можно включать то
одну, то другую колбу. Подобная система позволяет производить наполнение
и смену колб без малейшей остановки работы препарата. Такое же приспо-
собление в виде системы спаренных колб — приемников применяется
и для собирания вытекающей перфузионной жидкости. Во избежание
ошибок при смене жидкости все колбы нумеруются.
Скорость перфузии измеряют путем взвешивания перфузионной жид-
кости в колбах-резервуарах и в колбах-приемниках. Колбы-резурвуары
наполняют перед опытом перфузионной жид-
костью, вместе с выходной трубкой, закрытой
зажимом (фиг. 36). Необходимо следить, чтобы
в трубку не попали пузырьки воздуха. После
наполнения колба взвешивается вместе с труб-
кой и зажимом.
Присоединение колбы к двойному крану
надо производить с предосторожностями, не-
обходимыми для того, чтобы не пропустить
в перфузионную систему пузырьков воздуха
и не пролить ни одной капли перфузионной
жидкости. Соединение производится при помо-
щи резиновых насадок, одетых на стеклянные
концы двойного крана. Обе трубки насадки на-
полняются перфузионной жидкостью, затем в
них вводятся верхушки стеклянных пипеток,
имеющиеся на выводных трубках колб-резер-
вуаров. При таких предосторожностях можно
измерить объем протекающей жидкости с точ-
ностью до +0.1 мл.
Наряду с измерением объема путем взвешивания производится опро-
деление хлоридов в наружной и внутренней перфузионной жидкости,
до и после опыта, с помощью любого микрохимического метода — напри-
мер, по методу Кейса (Keys, 1931а), дающего ошибку всего около 0.01 %.
Отмеривание проб жидкости, которые берутся для анализа, необходимо
производить с точностью до +1 мл
В качестве внутренней среды можно применять раствор Рингера
с различным содержанием хлоридов. Внешняя среда — такой же рас-
твор или жидкость иной концентрации.
Расчет водного обмена жаберной мембраны. Примем
следующие обозначения:
Объем в мл
Внутренняя среда до перфузии .... I
» » после перфузии . . —
Внешняя среда до перфузии........ Е
» » после перфузии ... —
Раствор хлоридов, диффундировавший
через мембрану...................... у
Концентрация
в мг%
Ci
Ct
X
Пользуясь этими обозначениями, можно составить следующие урав-
нения:
(I-y^C^IC.-yx (1)
______(Е-\-у) > С± — ECs-]-yx_ (2)
IC2-^ECi + y(Ci-Ci) = IC1-]-EC3, (3)
ОСМОРЕГУЛЯЦИЯ У РЫБ и водных беспозвоночных
173
отсюда:
^(С1-С2) + Е(С3-С4) (,}
Ci-C2 ‘ к ’
Приведу пример, поясняющий ход опыта и расчетов (из Schlieper,
1933).
Подопытный объект — угорь весом 301 г до опыта находился в мор-
ской воде соленостью 350/00. Искусственная внутренняя среда содержала
в 1 л: 7.86 г NaCl, 0.32 г КС1, 0.24 г СаС12, 0.4 г NaHCO3 и 11.13 г глю-
козы. Внешняя среда отличалась утроенной концентрацией -хлоридов
и отсутствием глюкозы и двууглекислого натрия.
В ходе опыта, который продолжался 30 мин., получены следующие
данные (табл. 3).
Таблица 3
Определение хлоридов в перфузионной жидкости
Объем перфузионной жидкости (в мл) С1' (в мг %)
внутренняя среда внешняя среда
внутрен- ней внешней до опыта после опыта до опыта после опыта
53.37 55.96 501.53 501.75 491.74 491.71 1512.75 1513.11 1516.77 1516.56
Изменение содержания С1' во внутренней среде — 35.1 мг, а во внеш-
ней среде +13.9 мг на 1 кг живого веса рыбы в 1 час. Изменение объема
внешней среды в течение опыта, определенное взвешиванием, составило
+0.29 мг. Величина (у), вычисленная по формуле (4), хорошо совпадает
с экспериментальным определением. Ошибка приблизительно одинакова.
Изучение осморегуляторной функции кишечника
Роль кишечника как одного из органов осморегуляции выступает на
первый план у морских и отчасти у проходных костистых рыб.
У рыб, живущих в морской воде, в связи со значительной гипертонией
наружной среды по отношению к крови имеется тенденция к обезвожи-
ванию организма. Смит (Smith, 1930) показал, что противодействие этой
тенденции осуществляется путем заглатывания рыбами морской воды и
абсорбирования ее стенками кишечника.1 В условиях гипертонии наруж-
ной среды работа органов осморегуляции направлена на абсорбирование
воды из внешней среды и выделение солей и других осмотически активных
веществ во внешнюю среду.
.Методика. Для изучения осморегуляторной функции кишечника
в условиях гипертонии группу подопытных рыб помещают в воду или
солевые растворы, подкрашенные фенолротом. Рыбы перед опытом и в те-
чение опыта не должны получать пищи. Через определенные промежутки
времени производится вскрытие рыб, измеряется количество заглоченной
воды. Что вода, находящаяся в кишечнике рыбы, действительно заглочена
1 Судя по результатам опытов Смита с угрем (Anguilla) и бычком (Myoxecepha-
Lus), эти рыбы заглатывают от 50 до 200 мл морской воды на 1 кг живого веса
в сутки.
174
Е. А. ВЕСЕЛОВ
рыбой из внешней среды — доказывает ее окраска. Таким путем можно
приблизительно определить количество воды, заглатываемое рыбой на
1 кг живого веса в сутки. Более точное представление о направлении
и количественных показателях осморегуляции дает сопоставление
химического состава воды в кишечнике и во внешней среде (содержание
Cl', Na’, Са’ ’, Mg’ • hSO4"). Этопозволяетустановить, какие соли, содер-
жащиеся в заглоченной воде, быстро адсорбируются стенками кишечника
и какие задерживаются в просвете кишечника, выделяясь наружу с кало-
выми массами.
Второй метод заключается в блокировании пищеварительного тракта
подопытных рыб путем вставления резиновых баллончиков в пищевод
(Keys, 1933), или наложением лигатуры на пилорическую часть желудка
(Grafflin and Ennis, 1934). Таким путем полностью прекращается доступ
воды в кишечник, что вызывает гибель рыбы через 3—4 дня. Регуляр-
ное взвешивание подопытных и контрольных рыб в период эксперимента
(например, через каждые 5 часов) дает возможность вычислить количество
воды, которое в норме адсорбируется через кишечник.
Подводя итог, следует особо отметить, что для суждения об осморегу-
ляторных способностях того или иного водного организма необходимо
сопоставление по крайней мере следующих данных:
1) осмотического давления (или А): а) наружной среды, б) внутрен-
ней среды (крови, гемолимфы, гидролимфы и т. д.), в) мочи;
2) количества выделяемой мочи;
3) соотношения главнейших осмотически активных компонентов на-
ружной и внутренней среды.
Для более детального изучения осморегуляции необходимо иметь
точное представление о химическом составе внешней среды, жидкой части
внутренней среды и жидких выделений (в частности — мочи). Особенно
важно знать соотношение минеральных компонентов: катионов Na’,
К’, Ga", Mg" и анионов С1' и S04")- Сравнение всех этих данных позво-
ляет установить осморегуляторные способности изучаемого объекта и
принцип, по которому осуществляется осморегуляторная функция.
ЛИТЕРАТУРА
Беляев Г. М. Осмотическое давление полостной жидкости водных беспозво-
ночных. Тр. Всесоюзн. гидробиолог, общ., 3, 1951.
Бетешева Е. Осмотическое давление крови у каспийского пузанка. Рыбн.
хоз. СССР, 8, 1938.
Б р о у д е Л. М. Краткое руководство при практических занятиях по биологи-
ческой химии. Медгиз, 1939.
БрюхатоваА. Л. Влияние повышенной солености на рост карпа годовика
(в аквариальных условиях). Уч. зап. Моск. гос. унив., 33, гидробиолог., 1939.
ВеселовЕ. А. Осмотическое давление крови пресноводных рыб и методы его
определения. Тр. Бородинск. биолог, ст., 9, 1, 1936.
Веселов Е. А. Влияние солености внешней среды на интенсивность дыхания
рыб. Зоолог, журн., 28, 1, 1949.
ВеселовЕ. А. Влияние различных факторов на осмотическое давление крови
пресноводных рыб. Уч. зап. Карело-Финск. гос. унив., 3, 3, 1950.
Воскресенский П. И. Лабораторная техника. М., 1947.
ГалвялоМ. Я. и Г. Е. Владимиров. Пособие к практическим заня-
тиям по биологической химии. Изд. Военно-мед. акад. им. С. М. Кирова, 1936.
ЗенкевичЛ. Действие вод Черного и Каспийского морей пониженной и по-
вышенной солености на некоторых черноморских беспозвоночных (к вопросу об ак-
климатизации черноморских беспозвоночных в Каспийском море). Зоолог, журн.,
18, 5, 6, 1938.
ЗенкевичЛ. и Я. Б и р штейн. К вопросу об акклиматизации в Кас-
пийском и. Аральском морях новых видов организмов. Зоолог, журн., 3, 1937.
ОСМОРЕГУЛЯЦИЯ У РЫБ И ВОДНЫХ БЕСПОЗВОНОЧНЫХ
175
Золотов В. А. Прибор для измерения объема биологических объектов.
Лаборат. практика, 6, 1939.
И о ф ф е А. Ф. Техника физического эксперимента. ГИЗ, 1929.
КалабуховН. И. Измерение температуры тела животных термоэлектриче-
ским способом. Бюлл. н.-иссл. инет, зоолог. Моск. гос. унив., 2, 1935.
К о ж а п ч и к о в И. В. Экспериментально-экологические методы исследования
в энтомологии. Изд. ВАСХНИЛ, 1937.
Ко ржуев И. А. Мочевина и хлориды крови морских ганоидных рыб. Бюлл.
экспер. биолог, и мед., 6, 2, 1938а.
Коржуев И. А. Количество мочевины и хлоридов в крови пресноводных рыб
в условиях опытного смещения осмотических условий среды. Бюлл. экспер. биолог,
и мед., б, 4, 19386.
Коржуев П. А. Осморегуляция у водных животных. Усп. соврем, биолог.,
9, 3, 1938в.
Коштоянц X. С. Основы сравнительной физиологии. М., 1940.
Коштоянц X. и П. Коржуев. О количестве мочевины в крови ганоид-
ных рыб в связи с вопросами эволюции рыб. Бюлл. экспер. биолог, и мед., 2, 3, 1936.
Максимов Н. А. О вымерзании и холодостойкости растений. Изв. Импер.
леей, инет., 25, 1913.
Оствальд В., Е. Лютер и К. Друккер. Физико-химические изме-
рения, 1—2. ОНТИ, Л., 1935.
Пучков Н. В. Физиология рыб. Пищепромиздат, 1941.
Рубинштейн Д. Л. Физико-химическая биология. Медгиз, 1932.
Рубинштейн Д. Л. Физическая химия (руководство для биологов). Изд.
АН СССР, 1940.
Рык А. Ф. Осмотическое давление крови осетровых в период миграции. Уч.
зап. Моск. гос. унив., 33, гидробиолог., 1939.
Светлов П. Г. Исследования над развитием дождевых червей. Тр. Особой
зоолог, лаборат. и Севастоп. биолог, ст., сер. 2, И—13, 1928.
Скадовский С. Н. Об изменении физиологических процессов у водных
животных в зависимости от условий неорганической среды. Уч. зап. Моск. гос. унив.,
33, гидробиолог., 1939.
ТарусовБ. Н. О влиянии осмотических условий на окислительные процессы.
Журн. экспер. биолог, и мед., б, 16, 1927.
Флоркэн М. Ф. Биохимическая эволюция. ГИЛ, 1947.
Шмидт П. Ю., Г. П. Платонов и С. А. Персон. Об анабиозе рыб
при переохлаждении воды. Докл. АН СССР, 3, 6, 1936.
В а г g е г G. Eine mikroscopische Methode zur Bestimmung des Molekulargewichts.
Handb. d. biol. Arbeitsmethoden, herausgeg. v. Abderhalden, 3, 4, 1924.
Drilhon A. et E. Рога. Regulation minerale du milieu interieur chez
les Poissons stenohalins. Ann. Physiol, et Physicochimie biologique, 12, 1, 1936.
Drucker C. und E. Schreiner. Microkryoskopische Versuche. Biol.
Zntrbl., 33, 1913.
Fritsche 0. Studien fiber die Schwankungen des osmotischen Druckes der Kor-
perfliissigkeiten bei Daphnia magna. Int. Rev. Hydrobiol., 8, 1917.
Gueylard F. De 1’adaptation aux changements de salinite. Recherches biolo-
gique et physicochimiques sur 1’Epinoche. Arch. Phys. Biol., 3, 1924.
Gueylard F. et P. Portier. Variation de poid de 1’Epinoche passant d’un
milieu a un autre de salinite differente. C. R. Soc. biol., 80, 1917a.
Gueylard F et P. Portier. Variation de poid de 1’Epinoche morte sous
1’influence des changements brusques de salinitae. C. R. Soc. biol., 80, 1917b.
GraffinA. L. and D. Ennis. The effect of blockage of the gastro-intesti-
nal tract upon urine formation in a marine teleost, Myoxocephalus ostodecimpsinosus.
7. cell. comp. Physiol., 4, 1934.
Hamburger H. I. Bestimmung des osmotischen Druckes sehr geringer Flfis-
sigkeitsmengen auf volumetrischem Wege, mittels Blutkorperchen. Handb. d. biol.
Arbeitsmethoden, herausgeg. v. Abderhalden, Abt. 3, Teil A, Hf. 5, 1925.
H i 1 1 A. V. Miometric Apparatus. Proceed. Royal Soc., Ser. B, 103, В 723, 1928.
H i 1 1 A. V. A thermal method of measuring the vapour pressure of aqueous solu-
tion. Proceed. Royal. Soc., Ser., A, 127, A, 804, 1930.
К e у s A. В. The heart-gill preparation of the eel and its perfusion for the study of
a natural membrane. Z. vergl. Physiol., 15, 2, 1931a.
Keys A. B. Chloride and water secretion and absorption by the gills of the eel.
Z. vergl. Physiol., 15, 1931b.
К e у s A. B. The determination of chlorides with the highest accuracy. Z. chem.
Soc. London, 1931c.
176
Е. А. ВЕСЕЛОВ
Keys А. В. The mechanism of adaptation to varying salinity in the common
eel and the general problem of osmotic regulation in fishes. Proc. Royal Soc. of London,
Ser. B., 112, 1933.
Krogh A. Osmotic regulation in fresh water fishes by active absorption of
chloride ions. Z. vergl. Physiol., 24, 5, 1937.
Krogh A. and А. К e у s. A syringe-pipette for precise analitical usage. J. chem.
Soc. Lond., 1931.
Martret G. Variations de la concentration moleculaire et de la concentration
en chlorures de 1’urine des Teleosteens stenohaline en fonction des variations de sali-
nite du milieu exterieur. Bull, de 1’Inst. oceanographique, 774, 1939.
Рога E. Sur la comportement des crustaces branchioures de la met Noire aux
variations de salinite du milieu ambiant. Ann. Scientif. Universite de Jassy, 25, 1, 1939.
Rast K. Zwei neuere Mikromethoden der Molekulargewichtsbestimmung. Abder-
haldens Handb., Abt. 3;. Teil 4, 1924.
Schlieper G. Uber die Permeabilitat der Aalkiemen. I. Die Wasserdurchlas-
sigkeit und der angebliche Wassertransport der Aalkiemen bei hypertonischem Aussen-
medium. Z. vergl. Physiol., 19, 1, 1933.
Schlieper C. Neuere Ergebnisse und Problems aus Gebiet der Osmoregulation
wasserlebender Tiere. Biol. Rev. Cambrige Phylos. Soc., 10, 3, 1935. •
Schlieper C. Die Abhangigkeit der Atmungsintensitat der Organismen von
Wassergehalt und dem kolloidalem Zustand des Protoplasmas. Biol. Zntbl., 56, 1/s,
1936.
Smith H. W. The absorption and the excretion of water and salts by marine
Teleosts. Amer. J. Physiol., 93, 1930.
Smith H. W. Water regulation and its evolution in the fisches. The Quarterly
Rev. Biol., 7, 1, 1932.
Wilson H. Electroplating constanten. Proceed. Physical Soc. of London, 32,
1920.
Глава 48
МЕТОДЫ ИЗУЧЕНИЯ РАЗВИТИЯ РЫБ
Т. И. ПРИВОЛЬНЕВ
ВВЕДЕНИЕ
Изучение вопросов развития рыб имеет особенно большое значение при
проведении рыбоводных мероприятий по воспроизводству проходных и
полупроходных рыб, а также для прудового хозяйства. Весьма важно
изучать и накапливать исследовательские материалы по выяснению во-
проса, происходит ли оплодотворение икры в отсутствие воды, о набухании
икры в начале развития, о влиянии «перезревания» половых клеток на
жизнестойкость молоди рыб, по определению стадий развития рыб, по
интенсивности роста при развитии рыб, по кислородному и термическому
режимам для молоди рыб, по устойчивости икры и молоди рыб в зави-
симости от травматизма и особенностей икры.
В настоящей главе дается описание методик изучения всех указанных
вопросов, по возможности самых простых, несложных по оснащению и вы-
полнимых даже в экспедиционной обстановке.
Фактические сведения по развитию рыб читатель найдет в списке ли-
тературы (Бабаскин, 1930; Трифонова, 1935, 1939, 1949; Привольнев,
1935а, 19356, 1941, 1943, 1949; Привольнев и соавт., 1939, 1940; Нусен-
баум, 1939; Морозова и Каракаш, 1939; Строганов, 1939а, 19396; Ники-
форов, 1939, 1949; Олифан, 1940а, 19406, 1945а, 19456; Ивлев, 1940;
Тонких и. Коновалов, 1940; Вернидуб, 1941, 1947, 1949; Европейцева,
1944; Коржуев, 1948; Крыжановский, 1949, Крыжановский и соавт.,
1953; Давыдов и Либизон, 1949; Протасов, 1952; Драгомиров, 1953).
ИЗУЧЕНИЕ ВОЗМОЖНОСТИ ОПЛОДОТВОРЕНИЯ ИКРЫ РЫБ|
В ОТСУТСТВИЕ ВОДЫ
Активизация и повреждение сперматозоидов
' Для активизации и повреждения сперматозоидов применяется раствор
цианистого калия в концентрациях от п/1000 до п/100. Раствор цианистого
калия, обычно имеющий щелочную реакцию, доводится до нейтральной
реакции прибавлением соляной кислоты. Устанавливается влияние рас-
твора цианистого калия на продолжительность (в минутах) и активность
движения (описательно) сперматозоидов.
Пример — опыт со сперматозоидами лосося (Привольнев, 1941),
приведен в табл. 1.
12 Жизвь пресных вод, т. IV, ч. 2
178
Т. И. ПРИВОЛЬНЕВ
Таблица 1
Влияние концентрации цианистого калия на активность сперматозоидов лосося
К оицентр ация цианистого калия Продолжительность и активность движения спермато- зоидов
п/1000 Движения активны. Продолжительность движения от 50 до 90 сек. В контроле несколько больше — 60—110 сек.
п/500 Активность движения снижена. Продолжительность дви-
п/200 жения не превышает 20—40 сек. Раствор не вызвал движения сперматозоидов. Разбавление раствора со сперматозоидами водой через 1.5—2 мин.
п/100 не активизировало их. Сперматозоиды мертвы. То же, что при п/200.
Оплодотворяющая способность сперматозоидов
Икра, полученная от одной самки, размещается в 5 чашек Петри.
Получение икры от крупной самки лосося изображено на фиг. 1 (способ
этот разработан на Нарвском рыбоводном заводе В. А. Эриком).
В первую чашу с икрой (контроль) наливают воду, затем быстро кладут
в нее молоки и производят размешивание в течение 40—60 сек., после чего
икру промывают чистой водой и оставляют в чашке с водой для дальней-
шего развития.
В остальных четырех чашках оплодотворение икры следует произво-
дить точно таким же способом с той лишь разницей, что во второй чашке
к икре приливать не воду, а раствор цианистого калия п/1000, в третьей
чашке — раствор цианистого калия п/500, а четвертой чашке — раствор
п/200 и в пятой — раствор цианистого калия п/100. Спустя 36 часов после
оплодотворения икра фиксируется и производится подсчет процента раз-
вивающихся икринок.
Оплодотворение икры в отсутствие воды
Икру получают от созревшей самки лосося. До взятия икры брюшко
самки тщательно вытирается полотенцем, чтобы избежать попадания ка-
пель воды с тела рыбы в отцеживаемую икру. Полостная жидкость, по-
падающая в чашку вместе с икрой по возможности удаляется фильтроваль-
ной бумагой. После удаления полостной жидкости к икре прибавляются
молоки и производится перемешивание икры и молок. Икра, перемешанная
с молоками, оставляется в чашках на 3—4 мин. Затем в чашки наливается
раствор цианистого калия п/200, убивающий сперматозоидов, и в этом
растворе икра находится в течение 40—60 сек. После этого раствор быстро
сливается, производится отмывание икры от раствора и сперматозоидов
чистой водой, и промытая икра оставляется в чистой воде для дальнейшего
развития.
Через 20—30 часов после прибавления сперматозоидов определяется
процент оплодотворения икры.
При выяснении способности оплодотворения в отсутствие воды икры
других рыб ход работы не меняется. Сокращается только время между
прибавлением спермы к икре и определением процента оплодотворения
соответственно скорости развития икры.
МЕТОДЫ ИЗУЧЕНИЯ РАЗВИТИЯ РЫБ
179
[НАБУХАНИЕ ИКРЫ РЫБ В НАЧАЛЕ РАЗВИТИЯ
Водный обмен при эмбриональном развитии и набухании икры до
настоящего времени остается слабо изученным.
Зрелая икра рыб, оплодотворенная и неоплодотвореппая, попадая
в воду, интенсивно набухает. При набухании вода проникает внутрь
оболочки, последняя в силу этого растя-
гивается и отделяется от желтка. Между
желтком и оболочкой образуется перпвп-
теллинное пространство, заполненное во-
дой с небольшим количеством белка. На-
бухание вызывает увеличение объема [и
веса икры.
Определение объема производится по
диаметру икринок. Форма икринок 'Почти
никогда не бывает правильно шарообраз-
ной, поэтому определение объема по диа-
метру имеет ограниченную точность. Бо-
лее точным способом является определе-
ние возрастающего веса икринок при на-
бухании или непосредственное измерение
объема за счет вытесненной воды.
Следует различать два объема икрин-
ки-. А — объем всей икринки вместе с
перивителлинным пространством, ограни-
ченным оболочкой zona radiata, и Б —
объем собственно икринки, живой ее ча-
сти, желток плюс зародышевая часть.
Два указанных объема икринки изме-
няются во время набухания неодинаково.
Объем Б, т. е. объем живой части ик-
ринки, желток плюс зародышевая часть,
изменяется значительно сложнее, чем
объем А.
Изучение набухания икры рыб должно
идти по двум направлениям: во-первых,
следует определить скорость и характер
набухания икры разных видов рыб, и,
во-вторых, — влияния условий среды на
ход набухания. Особое внимание следует
обратить на изменение скорости и харак-
тера набухания под влиянием различ-
ной температуры, солености, концентра-
ции водородных ионов (pH) и т. д. Воз-
можны также изменения набухания икры,
обусловленные индивидуальными особен-
Фиг. 1. Получение икры от
лосося.
ностями отдельных самок. ь
Сбор икры от производителей происходит при разных температурах и
при различных соленостях. В первую очередь должно быть изучено на-
бухание икры рыб, являющихся объектами рыбоводста и акклиматизации.
Определение скорости набухания проводится следующим образом.
От зрелой самки отцеживается икра, и производится оплодотворение ее.
До прибавления воды берется исходная проба икры для определения
12*
180
'Г. И. ПРИВОЛЬНЕВ
объема или веса. Затем к икре прибавляется вода и через каждые 5—10 мин.
берется проба для определения нароста объема или веса икры.
1. Измерение диаметра мелкой икры производится при малом увеличе-
нии микроскопа с помощью окуляр-микрометра. При измерении одного
диаметра объем икринки вычисляется по формуле шара. Но более точные
результаты получаются при измерении двух диаметров и вычислении
объема по формуле эллипсоида: — nab2, где а — длина большой полуоси
и Ъ — длина малой полуоси эллипсоида.
У более крупной икры лососевых и сиговых рыб диаметр икринок
измеряется при помощи штангенциркуля. Вычисления объема произво-
дятся так же, как указано выше.
2. Измерение непосредственно объема икринок производится при по-
мощи бюретки. В бюретку, имеющую деления в 0.1 мл, примерно до поло-
вины наливается вода, точно отмечается уровень воды. Затем в бюретку
с водой опускается несколько икринок: лососевых 5—10 штук, сиговых
25—30 и 50—100 икринок весенненерестующих рыб. Перед опусканием
в бюретку икринки подсушиваются фильтровальной бумагой. Отмечается
уровень воды в бюретке после опускания икры. По разности второго и
первого уровней определяется объем вытесненной икрой воды, который
будет равен объему опущенной в бюретку икры.
3. Определение веса икринок можно производить на торзионных или
аптекарских весах. Перед взвешиванием икра подсушивается фильтро-
вальной бумагой.
Для получения надежных средних величин веса икринки надо взвесить
икринки лососевых рыб — около 25 штук, сиговых — около 50 штук и
весенненерестующих рыб — около 100—150 икринок.
Индивидуальные колебания в скорости набухания икры лососевых
и сиговых рыб могут быть обнаружены при взвешивании на торзионных
весах каждой икринки отдельно через определенные промежутки времени.
ВЛИЯНИЕ «ПЕРЕЗРЕВАНИЯ» ПОЛОВЫХ КЛЕТОК НА ЖИЗНЕСТОЙКОСТЬ
МОЛОДИ РЫБ
У рыб вполне созревшие и готовые к оплодотворению яйцеклетки могут
значительное время оставаться в теле, не теряя способности к оплодотворе-
нию, такие половые клетки получили название перезрелых.
Получение материалов по перезреванию икры рыб заставляет по-новому
ставить вопрос о сборе икры при рыбоводных мероприятиях. До настоя-
щего времени совершенно ничего не известно о том, какое влияние оказы-
вает на жизнестойкость молоди перезревание сперматозоидов. Перезрелые
сперматозоиды и икру удобней получать от рыб с единовременным нере-
стом. Порционность нереста значительно осложняет учет степени пере-
зревания.
Получение перезрелой икры
В период нереста отсаживается в садки или бассейны несколько самок,
икра которых должна созреть в ближайшее время. Степень созревания
самок контролируется ежедневно — самки осторожно вылавливаются
и легким надавливанием на брюшко определяется начало текучести икры.
От только что созревших самок берется часть икры, которая оплодотво-
ряется спермой только что созревшего самца, и помещается для раз-
вития. Затем эти самки с оставшейся частью созревшей икры опять по-
МЕТОДЫ ИЗУЧЕНИЯ РАЗВИТИЯ РЫБ
181
мещаются в бассейны с проточной водой. Спустя несколько дней после
первого взятия икры от отсаженных самок берется еще часть икры или же
вся оставшаяся икра, оплодотворяется так же, как и первая часть взятой
икры, спермой только что созревшего самца и помещается для развития.
Промежутки времени между взятием отдельных частей икры могут быть
различные в зависимости от вида рыбы и от того, в какой степени пере-
зревания нужно получить икру. Для осеннеперестующпх рыб, нерест
которых происходит при низких температурах (сиги, лососи), максималь-
ное время перезревания допустимо до 20—25 дней.
Для весенненерестующих рыб, нерест которых происходит при более
высоких температурах воды, максимальное перезревание допустимо от
3—4 часов у осетровых, до 5—6 суток у щуки. При более длительном
перезревании (пребывании созревшей икры в теле самки) наступает де-
генерация икры. Икра теряет способность к оплодотворению, резко
снижается прозрачность икринки, не образуется перивителлинного про-
странства при набухании в воде.
Получение перезрелых сперматозоидов
Созревание сперматозоидов и выбрасывание их во время нереста
у разных видов рыб протекает различно.
У сома круглогодично имеются в семенниках зрелые сперматозоиды.
У некоторых весенненерестующих рыб, судака, сазана, осетра и севрюги,
сперматогенез заканчивается в первой половине зимы. У плотвы появление
подвижных сперматозоидов происходит за несколько дней до начала не-
реста (тоже и у колюшки и, очевидно, у многих других).
Выбрасывание сперматозиодов самцами рыб с единовременным нере-
стом растягивается иногда на несколько дней (осетровые) или даже недель
(лососевые).
Гистологические исследования показали, что в одном семеннике
имеются участки, в ампулах которых почти не сохранилось спермин, и
участки, где ампулы почти еще не затронуты процессами освобождения от
спермиев. При выдерживании лососей начало отделения спермы можно
отметить без особых затруднений. В начале сперма отделяется густая,
белого цвета, это признаки высокого качества спермы, затем, по мере
выдерживания самца, сперма становится более жидкой, цвет ее становится
более бледным, с синеватым или зеленоватым оттенком — признаки низ-
кого качества спермы (перезревание).
Если сперма выдерживается вне организма, она помещается в стериль-
ную посуду и хранится при сниженной температуре, 3—5°; в таких
условиях сперму можно хранить до 15 суток. По мере хранения через
определенные промежутки времени производится оплодотворение этой
спермой только что созревшей икры и выясняется влияние перезревшей
спермы на стойкость развивающегося эмбриона и молоди рыб.
. При выяснении влияния перезревания икры и спермиев на потомство
определяется процент оплодотворенных икринок, процент образовав-
шихся уродов, характер уродств, скорость развития и роста в эмбриональ-
ный и постэмбриональный периоды, сопротивляемость повреждающим
воздействиям.
Определение процента оплодотворения икринок производится на жи-
вых икринках, если оболочки их достаточно прозрачны (икра сельдей,
большинство карповых, корюшки, щуки, окуня, судака и др.) или же на
фиксированных. Через 3—8 часов после оплодотворения, в зависимости
182
Т. И. ПРИВОЛЬНЕЕ
от скорости развития икры, икринки берутся на часовое стекло или
в плоскую стеклянную чашку с небольшим количеством воды и просмат-
риваются в проходящем свете препаровальной лупы. Неоплодотворенные
икринки хорошо отличаются от оплодотворенных и развивающихся.
Путем подсчета тех п других определяется процент оплодотворенных.
Для подсчета надо взять не менее 100 икринок.
Икринки с малопрозрачпыми оболочками (икра сигов, лососей) спустя
20—30 часов после оплодотворения фиксируются 10 %-м формалином.
При такой фиксации через 3—4 часа желток икринок становится твердым.
Для того чтобы рассмотреть, происходит дробление бластодиска или нет,
необходимо снять оболочку икринок. Для этого фиксированные икринки
помещаются на часовое стекло или в плоскую стеклянную чашку, в пра-
вую руку берется пинцет, в левую препаровальная игла. Пинцетом слегка
зажимается икринка, в это время препаровальная игла вкалывается в жел-
ток с таким расчетом, чтобы не повредить бластодиска. Затем в правую
руку берется вторая препаровальная игла и при помощи ее делается раз-
рез оболочки икринки, примерно по экватору желтка, после этого довольно
упругая оболочка легко снимается и обнажается бластодиск; бластодиск
рассматривается под лупой. По наличию развивающихся и неразвиваю-
гцихся икринок вычисляется процент оплодотворенных.
ИЗУЧЕНИЕ ЭФФЕКТИВНОСТИ ГЕТЕРОСПЕРМНОГО ОПЛОДОТВОРЕНИЯ
У РЫБ
Для изучения эффективности гетероспермного оплодотворения необхо-
димо взять икру от созревшей самки, разделить на четыре приблизительно
равные части, и каждую часть поместить в отдельную посуду. Посуда
должна быть подобрана соответственно количеству полученной икры —
чашки Петри, кристаллизаторы или небольшие тазики. Взятая икра
оплодотворяется спермой трех самцов следующим образом: первая, вто-
рая и третья части икры оплодотворяются спермой одного из самцов,
четвертая часть оплодотворяется смешанной спермой трех самцов,
для чего их сперма предварительно смешивается и только после этого
прибавляется к икре. Нельзя прибавлять к икре вначале сперму первого
самца, затем второго и, наконец, сперму третьего, в таком случае икра
может оплодотвориться спермой первого самца, а сперматозоиды второго
и третьего самцов «опоздают» к оплодотворению.
После прибавления к икре смешанной спермы производится осторож-
ное, тщательное перемешивание икры и спермы в течение 2—3 мин. Затем
икра промывается до полного исчезновения сперматозоидов и оставляется
для развития (каждая часть отдельно). Дробление бластодиска весенне-
нерестующих рыб начинается через 2—5 часов, а у осенненерестующих —
через 15—30 часов после оплодотворения, в зависимости от температуры.
После указанных сроков можно приступать к определению процента
оплодотворения икринок в разных порциях икры. В дальнейшем следует
вести наблюдение за скоростью развития эмбриона в разных порциях
икры. Необходимо определить процент выхода личинок из разных пор-
ций икры.
В период эмбрионального и постэмбрионального развития необходимо
проследить за интенсивностью роста молоди рыб, вышедшей из разных
порций икры. Ценный материал можно получить, определяя чувствитель-
ность эмбрионов из разных порций икры к действию каких-либо повре-
ждающих агентов, к высокой или низкой температуре, химическим или
МЕТОДЫ ИЗУЧЕНИЯ РАЗВИТИЯ РЫВ
183
механическим воздействиям, и т. д. Проведение указанных испытаний
описано в разделе о критических периодах.
Возможное изменение обмена наиболее просто обнаружить, опре-
деляя окислительный обмен эмбрионов из разных порций икры. При
сравнительном определении различных физиологических показателей
эмбрионов следует уделять особое внимание стадиям развития; сравни-
тельный материал имеет ценность, если он относится к одинаковым стадиям
развития. 1
ОПРЕДЕЛЕНИЕ СТАДИЙ|РАЗВИТИЯ РЫБ
Определение стадий развития карповых рыб удобней производить
на живых икринках или личинках при помощи препаровальной лупы,
в проходящем свете. Развитие леща имеет большое сходство с развитием
большинства промысловых рыб из семейства карповых.
Икра лососей и форелей имеет малопрозрачную оболочку, через ко-
торую трудно наблюдать за развитием зародыша, особенно на ранних
стадиях. Поэтому для определения стадии развития эмбриона лососевых
рыб необходимо снять с икринки оболочки. С живых икринок снять
оболочки без повреждения зародыша не удается. Оболочки надо снимать
с фиксированной икры. Фиксация икры производится 10%-м формали-
ном (продажный 40%-й формалин разбавляется в четыре раза).
Икра, фиксированная формалином, сохраняет свой естественный цвет,
не белеет, как от большинства других фиксаторов. Под влиянием форма-
лина происходит-уплотнение желтка икринки, с которого затем легко
снимается эмбрион. Через 4—5 часов после фиксации икры можно присту-
пить к снятию оболочки. Для снятия оболочки с икринки необходимо иметь
анатомический пинцет (пинцет с острыми гладкими кончиками не годится)
и две препаровальные иглы. Перед снятием оболочки икра отмывается от
формалина, для чего выдерживается в воде 5—10 мин. Затем икринка
в чашке Петри с небольшим количеством воды зажимается пинцетом,
другой рукой в желток икринки вонзается препаровальная игла, с таким
расчетом, чтобы не повредить зародыша. После этого пинцет откладывается
в сторону и берется другая игла. При помощи острия второй иглы делается
надрез оболочки вокруг икринки, и затем этой же иглой снимается оболочка.
После снятия оболочки эмбрион становится хорошо заметным под препаро-
вальной или ручной лупой. Эмбрион может быть отделен от желтка для
определения веса или приготовления препарата.
Как пример определения отдельных стадий развития и их зарисовки
приводится развитие леща.
Эмбриональное развитие леща
Нафиг. 2приведены стадии эмбрионального развития лёща от момента
выметывания икры до вылупления эмбрионов. Развитие икры происхо-
дило при температуре 18—19°. Икринки изображены без оболочек.
1 — оплодотворенная икринка через час после оплодотворения; светлая, белова-
тая протоплазма стягивается к одному полюсу.
2 — протоплазма на верхнем полюсе через 2 часа после оплодотворения икры
стягивается еще больше и приподнимается бугорком, который при этом разделяется
по диаметру бороздой первого деления на 2 первых бластомера.
3 — через 3 часа после оплодотворения скопление протоплазмы делится второй
бороздой перпендикулярно к первой на 4 бластомера.
4 — через 4 часа после оплодотворения 4 бластомера предыдущей стадии делятся
двумя параллельными друг другу бороздами на 8 бластомеров.
184
Т. И. ПРИВОЛЬНЕЕ
5 — через 4 часа 45 мин. после оплодотворения каждый бластомер в центральной
части зародышевого диска, т. е. всей группой бластомер, делится параллельно поверх-
ности желтка на бластомеры, отделяющиеся от желтка, и бластомеры, соединенные
с ним.
6 — к 6-му часу после оплодотворения дробление диска приводит к образованию
стадии морулы (бластулы), состоящей из расположенных в несколько слоев округлых
Фиг. 2. Эмбриональное развитие леща.
Объяснение в тексте.
клеток, сравнительно слабо связанных между собой; поверхность морулы в это время
составляет примерно 0.4 поверхности желтка.
7 — к 14-му часу развития зародышевый диск сохраняет по внешности такой же
характер, как и спустя 10—12 часов после оплодотворения, т. е. на стадии эпителиаль-
ной морулы (бластулы); но он охватывает уже почти 3/3 всей поверхности желтка,
и, кроме того, в это время идет подворачивание одного из краев диска под его поверх-
ность, т. е. начинается процесс гаструляции.
8—9 — к 22-му часу после оплодотворения зародышевый диск покрывает всю
поверхность желтка, только в одном месте остается заметный небольшой кружочек
желтка, покрытый тонким слоем перидермы, представляющей собой остаток желточ-
ной пробки — участок, где сходятся все края диска, — это стадия закрытия бласто-
пора; на переднем конце, лежащем на другой стороне яйца, бороздка заканчивается
МЕТОДЫ ИЗУЧЕНИЯ РАЗВИТИЯ РЫБ
185
серповидным расширением, представляющим собой зачаток головного мозга заро-
дыша; узкая продольная полоска на теле зародыша представляет собой начинающие
дифференцироваться хорду и туловищную нервную систему.
10 — к 28-му часу развития тело зародыша видно уже вполне отчетливо, так как
прилегающий к хорде клеточный материал, разрастаясь, приподнимает тело заро-
дыша в виде валика; на переднем конце зародыша разрастание мозга ведет к образова-
нию довольно ясного утолщения — головы; на заднем конце зародыша исчезают
следы желточной пробки, и здесь образуется свободно торчащий назад цилиндрический
бугорок, представляющий собой хвостовую почку зародыша.
11 — к 40-му часу развития боковые части головного расширения зародыша
ясно обособляются в виде боковых вздутий переднего мозгового пузыря, представляю-
щих собой зачатки глаз; нервная система позади передней части головы расщепляется
в виде двух параллельных валиков и является зачатком заднего и среднего мозговых
пузырей.
12 — к 46-му часу после оплодотворения тело зародыша заметно вырастает;
благодаря росту хвостовой почки тело удлиняется настолько, что конец хвостовой почки
приближается к переднему концу головы; кроме того, сильно увеличивается в ши-
рину головной отдел зародыша, в глазных выступах мозга делаются заметными два
круглых утолщения — зачатки хрусталиков глаз.
13 — к 50-му часу развития зародыш вырастает еще больше; задний конец хвоста
зародыша заходит уже за задний край головы так, что задняя часть хвоста ложится
рядом с головой; валики среднего мозгового пузыря отодвигаются еще^болыпе чем
на предыдущей стадии; появляются зачатки грудных плавников.
14 — к концу 78-го часа развития боковые стенки среднего мозга начинают утол-
щаться и голова зародыша становится несколько шире; заметно вырастает в длину
хвост; пигментация глаз становится хорошо заметной.
15 — к 96-му часу глаза сильно пигментированы; хвост сильно вырастает в длину,
так, что доходит своим задним концом до уровня середины туловища; плавниковая
складка становится тонкой и широкой.
16 — к 110-му часу развития глаза получают полную пигментацию, начинается
появление отдельных пигментированных точек на спинной стороне головы и туловища;
желточный мешок сильно уменьшается в объеме. Из некоторых икринок начинают
вылупляться личинки, число их довольно быстро возрастает и к 112-му часу начинается
массовый выход личинок из икры и эмбриональное развитие заканчивается.
17 — личинка сразу после вылупления (112-й час развития); тело очень тонкое,
позади головы несколько вздутое благодаря присутствию здесь небольшого желточ-
ного мешка; голова почти круглая, несколько приплюснута с брюшной стороны, ро-
товое отверстие почти на самом конце вентральной части головы; плавниковая складка
тела сплошная и не имеет еще никаких признаков разделения.
Постэмбриональное развитие леща
Вылупление эмбрионов рыб из оболочки может происходить на разных
стадиях развития. Эмбрионы одного и того же вида рыб, развивавшиеся
при более высокой температуре, вылупляются менее развитыми по срав-
нению с эмбрионами,'которые развивались при более низких температурах.
При недостатке кислорода вылупление личинок также происходит на более
ранних стадиях развития, т. е. личинки вылупляются недоразвитыми.
Поэтому для характеристики степени развития молоди рыб недоста-
точно бывает указания возраста молоди с момента вылупления, но необ-
ходимо описать стадию развития.
Описание стадий постэмбрионального развития леща и рисунки (фиг. 3)
даются по С. Г. Крыжановскому (1949).
1 — только что вылупившаяся из оболочек личинка леща; глаза почти без пиг-
мента, только по краям хрусталика начинает появляться пигмент; в спинном плавнике
нет еще сегментальных сосудов; зачатки грудных плавников едва заметны; эмбрионы
спокойно висят, прикрепившись к подводным предметам; света не боятся.
2 — эмбрионы спустя сутки после вылупления; в спинном плавнике сильно раз-
вита сеть сегментальных сосудов; кровеносные сосуды развиты и в анальном плавнике;
спинной и анальный плавники стали временными органами дыхания; эмбрион висит;,
проявляется слабо . выраженная положительная реакция на свет.
186
T, И. ПРИВОЛЬНЕВ
3 — личинка в возрасте 3 суток со времени вылупления; длина 7.15 мм; рот ко-
нечный; сеть сосудов в спинном плавнике развита очень сильно; он является теперь
главным органом дыхания, так как кювьеровы протоки сильно укоротились, а хвосто-
Фиг. 3. Постэмбриональное развитие леща.
Объяснение в тексте.
вая вена выпрямилась и стала тоньше; имеются зачатки плавательного пузыря, по-
явился черный пигмент вдоль тела; личинка еще подвешивается.
4 — личинка в возрасте 3 суток; длина 6.17 мм; зачаток плавательного пузыря
большой, но еще без воздуха; нижняя хвостовая вена выпрямилась, подтянулась вверх
к миотомам и занимает меньшую площадь в анальном плавнике; дыхательная функция
анального плавника ослаблена; сегментальная сосудистая сеть в спинном плавнике
уменьшилась, в связи с чем спинной плавник перестал быть органом дыхания; эмбрион
пытается плавать — это стадия перехода к пелагической жизни.
МЕТОДЫ ИЗУЧЕНИЯ РАЗВИТИЯ РЫБ
187
5 — личинка в возрасте 6 суток 15 часов с момента вылупления; длина 6.86 мм —
из мелкой икры; рот конечный; жаберных лепестков больше, чем на предыдущей ста-
дии, но жаберная крышка закрывает только первую жабру; жабры омываются водой,
подобно наружным жабрам, без создания тока воды жаберной крышкой; спинной и
анальный плавники почти полностью лишены кровеносных сосудов; в обоих непарных
плавниках начинается скопление мезенхимы в местах, где должен появиться скелет;
появляются глоточные зубы; плавательный пузырь наполнен воздухом; остатки жел-
точного мешка еще имеются, по личинка уже охотится за пищей; все время плавает.
6' — возраст 6 суток 4 часа, из крупной икры; общий уровень развития такой же,
как у вышеописанного экземпляра, но в спинном плавнике сосудов больше, чем на
предыдущей стадии; жаберных лепестков больше, и они крупнее; желточный мешок
еще значительный.
7 — возраст 15 суток; длина 8.58 мм; рот конечный, открытый; задние жабры не
закрыты жаберной крышкой и торчат наружу; на месте спинного плавника плавнико-
вая складка образует возвышение; желточный мешок рассосался полностью; личинка
питается активно.
8 — возраст 21 сутки со времени вылупления из икры; длина 9 мм; рот конечный;
большие задние жаберные лепестки еще не закрыты жаберной крышкой и торчат на-
ружу; плавательный пузырь двойной, передний его отдел еще зачаточный; в спинном
и анальном плавниках дифференцируются мускульные почки и лучи; имеются тела
позвонков и дуги; брюшных плавников еще нет; после 4-го дня со времени вылупления
стойкость личинок леща ко многим повреждающим воздействиям начинает падать.
Минимальная устойчивость наблюдается на 8—10-й день после вылупления при пе-
реходе на активное питание.
ОПРЕДЕЛЕНИЕ ИНТЕНСИВНОСТИ РОСТА ПРИ РАЗВИТИИ РЫБ
При исследовании характера роста эмбрионов позвоночных животных
большинство авторов вычисляло величину прироста эмбриона за опре-
деленный промежуток времени в процентах. Величина прироста в про-
центах вычисляется по формуле
В = У2-Р1_ . 100;
V 1
где В — величина процента прироста за исследуемый отрезок времени,
Ух— вес эмбриона в начале, V2 — в конце исследуемого отрезка времени.
Если скорость роста очень высокая, то указанная формула неточно
отражает истинную скорость роста.
Во избежание указанной неточности И. И. Шмальгаузен (1935) пред-
ложил вместо процентуального прироста исчислять интенсивность роста
по формуле:
г __ log T^-lOg?!
0.4343 ’
где Cv —- скорость роста, V\— вес эмбриона вначале, V2— в конце
исследуемого периода, ix и i2 возрасты эмбриона в начале и в конце об-
следуемого периода и 0.4343 — логарифм основания натуральных ло-
гарифмов. Интенсивность роста эмбриона можно определить у тех рыб,
у которых можно отделить активную, растущую эмбриональную ткань
от пассивного желтка, идущего на построение эмбриона. Такое отделение
возможно у костистых рыб, имеющих дискоидальное дробление яйцекле-
ток. Невозможно определение интенсивности роста эмбриона двудышащих
и ганоидных рыб и, в частности, осетровых, так как у них весь желток
включен в клетки эмбриона.
Для отделения эмбриональной ткани от желтка развивающуюся
икру нужно зафиксировать 10%-м формалином — продажный формалин
разбавить примерно в 4. раза; при указанном способе фиксации наиболее
полно сохраняются все соли. Через 12—24 часа с начала фиксации желток
188
Т. И. ПРИВОЛЬНЕВ
икринки делается твердым, но сохраняет прозрачность, эмбрион же
уплотняется, значительно белеет и довольно легко отделяется от желтка.
Отделение эмбриона от желтка следует проводить в воде, пользуясь
препаровальноп лупой; наиболее удобно при этом помещать икринки
в чашку Петри, которая хорошо удерживается на столике препаровальной
лупы. После того как желток икринки затвердел, икринку нужно зажать
пинцетом, держа его в правой руке, затем другой рукой вонзают в жел-
ток препаровальную иглу с таким расчетом, чтобы не повредить, не раз-
дробить иглой зародыша. Другой препаровальной иглой снимают обо-
лочку икринки и после этого осторожно отделяют иглой зародыш от желтка.
Снимать зародыш следует вместе с перибластом: на ранних стадиях
развития, до начала обрастания желтка, бластодиск можно снять без
перибласта, но во время обрастания желтка перибласт не удается отделить
от зародьппа. Если же в начале развития зародыш снимать без перибласта,
а затем с перибластом, то получится увеличение веса не за счет прироста
эмбриона, а за счет введения перибласта, что может сильно исказить кар-
тину истинного характера роста. Вместе с эмбриональной тканью обычно
увлекается при отделении ее и некоторое количество жировых капель
желтка. В начале развития, когда бластодиск еще мал, жировые капли
могут сильно изменить навеску эмбриональной ткани; чтобы этого не
произошло, снятые бластодиски для обезжиривания следует на сутки
поместить в серный эфир и после высушить их в сушильном шкафу да
постоянного веса или взвешивать влажными. Взвешивание высушенных
или влажных эмбрионов следует производить на аналитических весах.
При определении интенсивности роста эмбрионов весенненерестующих
рыб, в большинстве имеющих мелкую икру, необходимо снять от 70
до 100 эмбрионов для каждого взвешивания, а для осенненерестующих
сигов и лососей — от 35 до 50 эмбрионов, в зависимости от величины
икринок и стадии развития.
Необходимо стремиться к сокращению промежутка между определе-
ниями веса эмбриона; для эмбрионов медленно развивающихся рыб —
сигов и лососей — эти промежутки допустимы в 2—3 дня, для эмбрионов
быстро развивающихся рыб — не больше суток, лучше пробы брать
через каждые 12 часов.
Пример записи полученных данных дается в табл. 2.
Таблица 2
Форма записи данных эмбрионального развития лосося
Дни развития Эмбриональная стадия Сухой вес 35 эмбрио- нов лосося log Р Интенсив- ность роста Cv
З-й 9-й 17-й 32—64 бластомера. Морула. Обрастание !/з желт- ка. 17.3 18.0 21.7 1.23805 1.25527 1.33646 0.0066 0.0233
В постэмбриональный период развития интенсивность роста не бы-
вает очень высокой. При таких скоростях роста, вполне возможно поль-
зоваться процентуальным приростом. Фиксацию личинок и мальков
МЕТОДЫ ИЗУЧЕНИЯ РАЗВИТИЯ РЫБ
189
следует производить 10%-м формалином. Прирост определяется по влаж-
ному или сухому весу, в зависимости от поставленной цели. Перед фикса-
цией мальков их кишечники следует освободить от пищи путем вскрытия
или сдавливания брюшка. Для каждого взвешивания следует взять 15 —
Таблица 3
Процент прироста молоди осетра за 1 день
Дни после вылупления Живой корм Неживой корм
вес одной рыбки (мг) процент при- роста за 1 день вес одной рыбки (мг) процент при- роста за 1 день
10-й 36.4 15.4 36.4 12.7
18-й 81.2 30.9 73.7 13.7
25-й 257.0 147.0
затем вывести средний вес одного малька. Промежутки
1 до 5 дней, в зависимости от скорости
20 мальков и
между взвешиваниями допустимы от
развития молоди. Полученные
данные необходимо обработать
и свести в таблицу (табл. 3).
22 28 34 40 46 52 58 64 70 76 62 86 64100106112
Дни после вылупления
Дни развития
Фиг. 4. Интенсивность роста эмбрио- Фиг. 5. Суточный прирост молоди ло-
на лосося. сося (в процентах).
Съ — скорость роста.
В дополнение к таблице или вместо нее полезно давать графическое
выражение прироста молоди (фиг. 4 и 5). Необходимо иметь в виду, что
интенсивность роста при развитии рыб зависит как от физиологического
состояния организма, главным образом от интенсивности процессов мор-
фогенеза, так и от условий среды, в которой обитает молодь — от пищи,
кислорода, температуры и других, что и отмечается в протоколах наблю-
дений.
190
Т. И. ПРИВОЛЬНЕВ
ОПРЕДЕЛЕНИЕ СОДЕРЖАНИЯ КИСЛОРОДА В ВОДЕ, НЕОБХОДИМОГО ДЛЯ
РАЗВИТИЯ РЫБ 1
На разных стадиях развития одинаковое изменение содержания кис-
лорода в окружающей среде по-разному изменяет скорость развития и
роста рыб. Для большинства наших промысловых рыб неизвестно необ-
ходимое содержание кислорода для эмбрионального и постэмбрионального
развития.
Снижение содержания кислорода в воде может быть достигнуто путем
кипячения воды или пропусканием через воду инертного газа — азота
или водорода. Смешивая кипяченую и обычную воду в разных пропорциях,
можно получить воду с различным содержанием кислорода (фиг. 6).
Фиг. 6. Установка для изучения развития икры рыб при
разном содержании кислорода в воде.
Заштрихованная часть сосуда — кипяченая вода, белая—сырая.
Остальные обозначения в тексте.
В первой колбе взята только кипяченая вода, во второй — смесь
из 75% кипяченой и 25% сырой аэрированной воды, в третьей — 50%
кипяченой и 50% аэрированной, в четвертой — 25% кипяченой и 75%
аэрированной и в пятой — только аэрированная вода. Содержание кис-
лорода в воде каждой колбы необходимо определить методом Винклера
(см. гл. 50 этой книги).
В воде первой колбы содержание кислорода будет колебаться в пре-
делах 0.5—1.5 мг/л, в зависимости от продолжительности кипячения и
осторожности переливания воды. Во второй — около 3 мг/л, в третьей —
около 6, в четвертой — около 8 и в пятой — около 10 мг/л, при темпера-
туре воды около 15°. Емкость колб 1—3 л, в зависимости от величины
икринок. Оплодотворенная и набухшая икра в одинаковом количестве
помещается во все 5 колб. В каждую колбу можно поместить около 50
икринок лосося или около 300 икринок леща. Из каждой колбы через
определенное время — около 6 часов для икры весенненерестующих
и 2—3 суток для икры осенненерестующих рыб — берется проба икры,
в количестве 3—5 штук, для определения стадии развития на живой или
фиксированной икре.
Через трубки а и б, снабженные зажимами в, можно менять воду,
не раскрывая колб. Трубка а может действовать как сифон, а через трубку б
в это время можно наливать воду с определенным содержанием кислорода.
Наблюдая за развитием икры в воде с разным содержанием кислорода,
1 См. гл. 46 этой книги.
МЕТОДЫ ИЗУЧЕНИЯ РАЗВИТИЯ РЫБ
191
можно установить то содержание кислорода, которое начинает тормозить
или извращать развитие эмбриона, и стадию развития, с которой начинает
сказываться на развитие вредное влияние дефицита кислорода.
КРИТИЧЕСКОЕ СОДЕРЖАНИЕ КИСЛОРОДА В ВОДЕ ДЛЯ МОЛОДИ РЫБ
РАЗНЫХ ВОЗРАСТОВ 1
Под критическим напряжением кислорода в воде понимается мини-
мальное содержание кислорода в воде, при котором возможно выживание
рыбы.
Некоторые авторы называют такое содержание кислорода пороговым.
Пороговое содержание кислорода для молоди большинства промысловых
рыб остается неизвестным. Имеются данные для молоди немногих рыб.
Чтобы определить критическое напряжение кислорода, молодь рыб
в разных возрастах помещается в сосуды с водой, закрывающиеся герме-
тически, и выдерживается в этих сосудах до тех пор, пока значительная
часть кислорода будет израсходована на дыхание и молодь погибнет
от удушья. Сейчас же после гибели молоди берется проба воды из сосуда,
в котором находилась молодь, для определения содержания кислорода.
Чтобы отвести подозрение, что молодь погибла не от недостатка
кислорода, а от накопившихся продуктов обмена, следует поступить
следующим образом. Взять четыре однородные банки емкостью около
250 мл каждая и наполнить их водой с различным количеством растворен-
ного в ней кислорода.
Различное содержание кислорода достигается путем приготовления
смеси кипяченой и обычной речной или озерной воды в различных соот-
ношениях. Интенсивное кипячение воды в течение 25—30 мин. почти
полностью освобождает ее от кислорода.
В разных смесях воды молодь рыб будет выживать различное время,
так как исходное количество, а значит и общий запас кислорода в разных
банках будет разный. Скорей всего молодь погибнет в банке со смесью
воды 25% речной и 75% кипяченой и дольше всего проживет в банке
с речной водой. Это произойдет в том случае, если в каждую банку будет
помещено одинаковое количество молоди. Если будет показано, что молодь
рыб в разных банках погибает при приблизительно одинаковом содержа-
нии кислорода, независимо от продолжительности пребывания там, то
этим будет доказано, что гибель молоди происходит не от накапливающихся
продуктов обмена, а от недостатка кислорода.
ОПРЕДЕЛЕНИЕ ТЕМПЕРАТУРНОГО ОПТИМУМА ДЛЯ МОЛОДИ РЫБ
Определение температурного оптимума личинок или предпочитаемых
температур имеет большое практическое значение. Оно может быть полез-
ным при выращивании молоди ценных видов рыб, при решении
вопросов, связанных с акклиматизацией рыб в новых для них
условиях. Несмотря на свою актуальность, вопрос о предпочитаемых
температурах личинками разных видов рыб и на разных этапах развития
до настоящего времени остается неизученным.
Определение температурного оптимума для личинок рыб производится
при помощи прибора, изображенного на фиг. 7. Принцип действия при-
бора заключается в следующем: узкий металлический ящик с одной
1 См. гл. 46 этой книги.
192
Т. И. ПРИВОЛЬНЕВ
стороны подогревается, а с другой стороны охлаждается льдом. Благо-
даря этому в ящике с тонким слоем воды образуется температурный
градиент — зоны с различными температурами.
Свободно подвижные личинки, помещенные в прибор, плавая, попа-
дают в участки с различными температурами и избирают зону с такими
температурами, которые для личинок наиболее подходящи. Наибольшее
скопление личинок в какой-либо зоне показывает температуру, предпочи-
таемую личинками.
Прибор изготовляется следующим образом. Берется массивная ме-
таллическая пластина (лучше латунная) размером 100X12.5X1.5 см.
Фиг. 7. Видоизмененный прибор Гертера для определе-
ния температурного оптимума J личинок рыб.
На этой пластине устраивается металлический ящик размером 65 X 12.5 X
ХЗ см, причем дном ящика является пластина, а ящик располагается
на ней таким образом, чтобы свободные края пластины были одинаковых
размеров. Один свободный конец пластины сгибается вниз под прямым
углом. На одной стенке ящика наносятся деления, разделяющие его на
100 частей и на 10 более крупных частей; при помощи зажимов закреп-
ляется по длине ящика 5—6 термометров. Один конец прибора помещается
в лед, под другой подставляется электрическая плитка или керосинка.
Подогревание прибора регулируется передвижением плитки — подво-
дится под пластинку небольшая часть плитки или вся плитка, охлажде-
ние— степенью погружения пластины в лед. Температурный градиент
в приборе может быть создан различный в зависимости от желания иссле-
дователя; чаще используется градиент от 2—3° до 27—30°. Равномерное
падение температуры устанавливается через 20—25 мин. после включения
прибора. Слой воды в приборе должен быть 1.0—1.5 см. Личинки в коли-
честве 30—40 штук помещаются в середину прибора. Подсчеты личинок
в разных зонах прибора начинаются спустя 1—1.5 часа после помещения
их в прибор. Необходимо делать 10—15 наблюдений через каждые 5 —
10 мин. Отмечается число личинок в каждом крупном делении прибора.
Результаты наблюдений должны быть обработаны биометрически.
Для более наглядного изображения температур, предпочитаемых
разными личинками, следует составить графики. На горизонтальной
оси откладываются температуры разных зон прибора, а по вертикальной —
МЕТОДЫ ИЗУЧЕНИЯ РАЗВИТИЯ РЫБ
193
процент личинок, скопившихся в разных зонах. При определении пред-
почитаемых температур мальками более крупных размеров размеры
описанного прибора должны быть увеличены. Длина металлического
ящика должна быть около 2 м, другие размеры увеличиваются соответ-
ственно. Работа с увеличенной моделью прибора ничем не отличается
от описанной.
ПОЛУЧЕНИЕ ФЕРМЕНТА ВЫЛУПЛЕНИЯ ЛИЧИНОК ИЗ ИКРЫ РЫБ
Фермент вылупления рыб легче получить из икры карповых рыб —
леща, густеры, уклеи и т. д. Если развитие леща протекает при несколько
пониженной температуре — 14—16°, то вылупление эмбрионов значи-
тельно задерживается. На 6—7-й день развития эмбрион хорошо развит,
появляется интенсивная пигментация, но вылупление при этой темпе-
ратуре задерживается. При перенесении икры такой стадии в сосуд с тем-
пературой воды 20—22° быстро начинается дружное вылупление эмбрио-
нов, заканчивающееся через 10—15 мин. Освободившийся из-под
оболочки фермент остается в воде в виде раствора. Довольно высокая кон-
центрация фермента получается, если взять на один объем воды такой же
объем развивающейся икры накануне вылупления. Свежеприготовленная
таким образом вытяжка фермента обладает высокой активностью; обо-
лочки икринок на любой стадии развития растворяются в такой вытяжке
в течение 15—20 мин. В вытяжке фермента, выделенного из икры леща,
растворялись оболочки икры — до оплодотворения, на стадии морула,
при обрастании желтка наполовину, при формировании эмбриона и при
установлении кровообращения у эмбрионов. Фермент, находящийся
в вытяжке, не отличается большой стойкостью. Активность его теряется
через сутки, если хранение вытяжки происходит при температуре 20—
22°. При подогревании вытяжки до 70° активность фермента также ис-
чезает. Икра, помещенная в охлажденную вытяжку, после подогревания
последней до вышеуказанной температуры сохраняет оболочки без из-
менения, и развитие эмбриона в такой вытяжке происходит без заметных
отклонений от нормы.
ОПРЕДЕЛЕНИЕ УСТОЙЧИВОСТИ ИКРЫ И МОЛОДИ РЫБ
К ПОВРЕЖДАЮЩИМ ВОЗДЕЙСТВИЯМ
В разные стадии развития эмбрион будет различно реагировать на
одинаковое повреждение; в одних стадиях развития повреждение неболь-
шой силы не вызывает никаких нарушений нормального развития, в дру-
гих — от того же повреждения нарушение нормального развития будет
столь велико, что наступает гибель эмбриона.
Выяснение устойчивости икры и молоди рыб в разные стадии развития
может быть проведено различными методами,
Учет погибшей икры и молоди рыб на рыбоводных заводах
Если на рыбоводном заводе налажен учет погибшей икры и молоди,
то по этим материалам можно выявить периоды различной устойчивости
при развитии икры и молоди рыб к повреждающим воздействиям.
Наибольший процент гибели будет наблюдаться во время наименьшей
устойчивости, икры и молоди рыб, если в это время не было аварий на
заводе.
13 Жизнь пресных вод, т. IV, ч. 2
194
Т. И. ПРИВОЛЬНЕВ
Применение механических воздействий
Для нанесения повреждения развивающемуся эмбриону при помощи
встряхивания применяется особый приборчик (фиг. 8), который состоит
из четырех одинаковых ящиков А, Б, В, Г размерами около 50x10x5 см.
Ящики одной стороной (фиг. 8, 3) прикреплены па петлях к неподвижной
оси, другой (4) опираются на вращающуюся ось (6—7), на которой не-
подвижно закреплены разной формы шестеренки, причем каждому ящику
соответствует своя шестеренка. Размеры и формы шестеренок указаны
на фиг. 9 (Л, Б, В, Г). На конце оси находится маховик (фиг. 8, 5), от
которого идет передача к электромотору. В полевых условиях маховик
можно вращать рукой. Маховик вращается со скоростью около 60 обо-
Фиг. 8. Аппарат для сотрясения икры
рыб (план-схема).
Объяснение в тексте.
Фиг. 9. Шестеренки а парата
для сотрясения икр рыб.
Объяснение в тексте.
ротов в 1 мин. Каждый ящик разделен на четыре отделения (I, II, III
й IV). При вращении оси разные ящики испытывают разные сотрясения.
Максимальное сотрясение будет испытывать ящик В и наименьшее ящик Г.
Кроме того, разные отделения одного и того же ящика будут испыты-
вать различные сотрясения — более сильное сотрясение будет в /отделе-
нии и наименьшее в IV отделении.
Длительность сотрясения для икры разных видов рыб должна быть
подобрана экспериментальным путем. При работах с икрой свирского
лосося на всех стадиях развития сотрясение продолжалось в течение
5 мин. при вращении основного вала прибора со скоростью 60 оборотов
в 1 мин. Икра осенненерестующих рыб развивается довольно медленно,
и поэтому на ранних стадиях развития (до пигментации глаз) определение
стойкости икры можно производить один раз в сутки. Желательно, чтобы
подопытная икра была от одной самки. Начиная со времени оплодотворе-
ния и дальше по мере развития берется в каждый опыт около 50 икринок,
на разных стадиях развития они подвергаются определенному сотря-
сению, после чего определяется процент погибших икринок. Определение
погибших икринок производится сейчас же после воздействия и спустя
1—2 суток, причем в течение этого времени после воздействия икра должна
находиться в нормальных условиях развития. Если при витальном про-
смотре трудно определить стадию развития, следует зафиксировать икру
и приготовить микроскопические препараты. Икра весенненерестующих
рыб развивается довольно быстро, поэтому определение стойкости икры
следует делать значительно чаще, чтобы охватить наиболее характерные
МЕТОДЫ ИЗУЧЕНИЯ РАЗВИТИЯ РЫБ
195
стадии развития. Кроме встряхивания икры, при определении ее устой-
чивости применялись удары, сжатия. Хайн сбрасывал икру форели на
асфальтовый пол с высоты 1 м; Строганов сбрасывал икру волжской
сельди с высоты 50 см со стеклянной пластинки на дно стеклянного кри-
сталлизатора. Хайн сдавливал икринки форели п отмечал, какое количе-
ство груза в г необходимо применить для разрыва оболочки на разных
стадиях развития.
При сравпении устойчивости икры от разных производителей или
оплодотворения разным способом необходимо соблюдать однородность
воздействия и однородность стадии развития.
Применение температурных воздействий
Устойчивость икры и молоди рыб можно выявить воздействием вы-
соких или низких температур. При работах с икрой окуня применялась
температура 28° в течение 4 часов. Икра леща на разных стадиях разви-
тия подвергалась воздей-
ствию температур 0, 3 и 6°
в течение 12 часов.
Икра сига Подвергалась
воздействию температуры 22°
в течение 2 часов. Резуль-
таты можно изобразить гра-
фически (фиг. 10). Хайн при-
менял резкие колебания тем-
пературы для икры форели.
Развитие икры происходило
при температуре 8—9°. Иэ
воды с температурой 8—9°
икра перемещалась сразу
в воду с температурой 20°
и держалась при этой тем-
пературе 20 мин., затем
быстро переносилась в воду
с тающим льдом — около 0.5°
Фиг. 10. Процент гибели икры сига от воздей-
ствия температуры 22° в течение 2 часов.
Сплошная линия — икра находилась в воде, прерыви-
стая линия— в двукратном растворе Ривгера.
еще на 20 мин., после этого
икра возвращалась в исходные
условия для дальнейшего рйзвйтия и учета погибших икринок.
Продолжительность выживания эмбриона при повреждающем
воздействии
В вышеописанных случаях механических и температурных воздей-
ствий, вызывающих повреждение эмбрионов, учитывался процент погиб-
ших эмбрионов.
Иногда применяется другой метод определения устойчивости
развивающегося эмбриона к повреждающему воздействию, а именно —
определение времени выживания при повреждающем воздействии.
Для определения продолжительности выживания эмбриона при ка-
ком-либо повреждении берется серия пробирок или каких-либо других
сосудиков, заменяющих пробирки, и в каждую пробирку помещается
10—15 икринок. При выяснении воздействия температуры все пробирки
с икрой или молодью рыб одновременно помещаются в термостаты с опре-
деленной температурой. Затем через каждые 5 мин. вынимается одна
13*
196
Т. И. ПРИВОЛЬНЕЕ
пробирка и икра из нее помещается в условия с нормальной температурой.
Таким образом получается ряд с различным сроком воздействия приме-
няемой температуры от 5 до 60 мин.; в первой пробирке эмбрион подвер-
гался воздействию 5 мин., во второй 10 мин., в третьей 15 мин., и т. д.
В 12-й пробирке эмбрион подвергался воздействию 60 мин. Учет погибших
икринок ведется сейчас же после воздействия и спустя 2—3 суток.
Вместо серии пробирок может быть взят небольшой кристаллизатор
пли чашка Коха, в которые помещается икра. Затем через каждые 5 мин.
из кристаллизатора вынимается 10—15 икринок и помещается в нормаль-
ные условия для дальнейшего развития и определения погибших. Полу-
ченные результаты сводятся в таблицу и для наглядности выражаются
графически.
СТОЙКОСТЬ ЭМБРИОНОВ И МОЛОДИ РЫБ, ВЫШЕДШИХ ИЗ РАЗЛИЧНО
ПИГМЕНТИРОВАННОЙ ИКРЫ
Созревшая икра от разных самок одного и того же вида рыб часто
имеет различную степень пигментации. Известны резкие различия в пиг-
ментации икры форелей, сигов, лососей, леща и других рыб. Причины
различной пигментации икры рыб точно не известны; по аналогии с пти-
цами, желток яиц которых имеет различную степень пигментации, можно
предположить, что окраска икры рыб определяется главным образом
качеством потребляемой пищи. Чем больше в пище содержится каро-
тина и витамина А, тем более интенсивная окраска получается у созрев-
ших яйцеклеток.
Различная пигментация икры рыб обусловлена наличием каротино-
идных пигментов — ксантофила и каротина.
Для определения устойчивости эмбрионов и молоди рыб в зависимости
от степени пигментации икры необходимо в период нереста взять икру
разной пигментации от разных самок, оплодотворить ее спермой одного
самца, отмыть и поместить для развития и дальнейшего выращивания
личинок и молоди рыб от каждой самки отдельно.
Стойкость эмбрионов и молоди определяется по проценту отхода за
время инкубации и дальнейшего выдерживания молоди, по проценту
выживания от повреждающих воздействий, по интенсивности роста,
по требовательности к кислороду и т. д.
ЛИТЕРАТУРА
Бабаскин А. В. Влияние концентрации водородных ионов на выживаемость
икры и мальков. Уч. зап. Казанск. гос. унив., АГХ-Х", 3—4, 1930.
Вернидуб М. Ф. Критические периоды в развитии палии и их физиологи-
ческая характеристика. Докл. АН СССР, 32, 4, 1941.
ВернидубМ. Ф. Изменение морфогенеза при повреждении у некоторых ло-
сосевых рыб и его физиологическое обоснование. Тр. юбилейн. научн. сессии Лен. гос.
унив., секц. биолог., 1947.
Вернидуб М. Ф. Критические периоды в развитии яиц и личинок рыб и их
практическое значение. Вест. Лен. гос. унив., 4, 1949.
Давыдов С. Г. и М. П. Л иб и з он. Эффективность гетероспермного опло-
дотворения сельскохозяйственных животных. Агробиолог., 2, 1949.
Драгомиров Н. И. Развитие личинок севрюги в период желточного пита-
ния. Тр. Инет, морфолог, животных АН СССР, 10, 1953.
Европейцева Н. В. Предпочитаемые температуры у личинок рыб. Докл.
АН СССР, XVII, 3, 1944.
Ивлев В. С. Влияние солености на оплодотворение и развитие икры некоторых
каспийских полупроходных рыб. Зоолог, журн., XIX, 3, 1940.
МЕТОДЫ ИЗУЧЕНИЯ РАЗВИТИЯ РЫБ
197
Коржуев П. А. Кислородный порог мальков осетровых рыб. Изв. АН СССР,
2, 1948.
Крыжановский С. Г. Эколого-морфологические закономерности развития
карповых, вьюновых и сомовых рыб. Тр. Инет, морфолог, животных АН СССР, 1,
1949.
Крыжановский С. Г., Н. II. Д и спер и Е. И. Смирнова. Эколого-
морфологические закономерности развития окуневых рыб. Тр. Инет, морфолог, жи-
вотных АН СССР, 10, 1953.
Морозова Т. Е. и Н. М. К а р а к а ш. Характер чувствительности стадий
эмбрионального развития азовского анчоуса (Engraulis encrasicholus maeolicus).
Зоолог, журн., 18, 2, 1939.
Никифоров Н. Д. Влияние температуры и механических воздействий па
эмбриональное развитие рыб. Изд. Лен. гос. унив., 1939.
Никифоров Н. Д. Влияние температуры на эмбриональное развитие се-
врюги. Изв. Всесоюзн. н.-иссл. инет, озерн. и речн. рыбн. хоз., 29, 1949.
Нусенбаум Л. М. Перезревание икры как причина снижения ее рыбовод-
ных качеств. Тр. лаборат. основ рыбоводства, II, Л., 1939.
Олифан В. И. Экспериментальное физиологическое наблюдение при выращи-
вании молодой севрюги. Рыбн. хоз., 12, 1940а.
Олифан В. И. Экспериментальные эколого-физиологические исследования над
икрой и личинками рыб, I. Влияние солености на ранние стадии развития азовских
леща, судака и волжской сельди. Зоолог, журн., 29, 1, 19406.
Олифан В. И. Периодичность развития и критические стадии в раннем пост-
эмбриональном онтогенезе севрюги. Изв. АН СССР, сер. биолог., 1, 1945а.
Олифан В. И. Периодичность и критические стадии в развитии личинок бай-
кальского омуля. Докл. АН СССР, АГЕ/, 6, 19456.
Привольнев Т. И. Влияние высокой температуры на разные стадии разви-
тия икры окуня. Тр. Петергофск. биолог, инет., 13—14, 1935а.
Пр ивольнев Т. И. О характере роста эмбриона лосося. Докл. АН СССР,
III, 9, 19356.
Привольнев Т. И. Периоды различной чувствительности в эмбриональном
развитии свирского сига и лосося и дыхание икры сига. Изв. Всесоюзн. н.-иссл. инет,
озерн. и речн. рыбн. хоз., XXIV, 1941.
Привольнев Т. И. О физиологическом механизме вылупления эмбрионов
рыб из икры. Зоолог, журн., 22, 3, 1943.
Привольнев Т. И. Критические периоды при постэмбриональном развитии
рыб. Изв. Всесоюзн. н.-иссл. инет, озерн. и речн. рыбн. хоз., 29, 1949.
Привольнев Т. И. и А. М. Разумовский. Влияние пониженной тем-
пературы на разные стадии развития леща. Докл. АН СССР, XXIII, 6, 1939.
Привольнев Т. И. и Л. Н. Харченко. Жизнеспособность эмбрионов,
развивающихся из перезрелой икры рыб. Докл. АН СССР, XXIX, 1, 1940.
Протасов В. Р. Исследование овогенеза волжского леща. Автореферат дис-
сертации. М., 1952.
Строганов Н. С. при участии Р. И.Му хи ной. Резистентность икры волж-
ской сельди (Caspialosa volgensis) к некоторым факторам среды. Уч. зап. Моск. гос.
унив., 33, 1939а.
Строганов Н. С. Действие пониженной температуры на развитие оплодо-
творенной икры волжской сельди (Caspialosa volgensis). Уч. зап. Моск. гос. унив.,
33, 19396.
Тонких И. В.и П. М.Коновалов. О влиянии высоких и низких темпе-
ратур на развитие икры судака и леща. Раб. Доно-Кубанск. научи, рыбохоз. ст., 6,
1940.
Трифонова А. Н. Влияние асфиксии на развитие и кариокинетическое де-
ление у эмбрионов рыб. Арх. биолог, наук, 37, 3, 1935.
Трифонова А. Н. Критические периоды развития и осевой физиологический
градиент. Арх. анатом., гистолог., эмбриолог., сер. цитолог., 22, 1, 1939.
Трифонова А. Н. Критические периоды эмбрионального развития. Усп.
соврем, биолог., XXVIII, 4, 1949.
Ш мальгаузен И. И. Определение основных понятий и методика исследо-
вания роста. Рост животных. Биомедгиз, 1935.
Глава 49
МЕТОДЫ ИЗУЧЕНИЯ КРОВИ РЫБ
Т. И. ПРИВОЛЬНЕВ
Кровь представляет собой прекрасный индикатор физиологического
состояния животного; поэтому изучение крови рыб имеет большое зна-
ч'ёние для практики рыбоводства и акклиматизации.
В настоящей главе даются простейшие методы и приемы изучения
крови — плазмы, эритроцитов и лейкоцитов.
Сведения о степени изученности крови рыб и ряд фактических данных
читатель может почерпнуть из работ, приведенных в списке литературы.
Методы взятия крови у рыб описаны в гл. 47 этой книги.
ОПРЕДЕЛЕНИЕ ОТНОСИТЕЛЬНОГО ОБЪЕМА ПЛАЗМЫ И КРОВЯНЫХ
ТЕЛЕЦ
Кровь состоит из плазмы и красных и белых кровяных телец. Объем
плазмы крови костистых рыб колеблется от 60 до 85% от объема крови.
Следует, отметить, что данные для рыб в этом отношении весьма скудны.
Относительный объем плазмы и форменных элементов крови опре-
деляется при помощи гематокрита. Гематокрит (см. гл. 47, фиг. 20)
состоит из рамки, в которую вставляются 2 капиллярные трубки. Рамкй
надевается на ось центрифуги. В полевых условиях можно довольство-
ваться ручной центрифугой.
Капиллярные трубки, в которые помещается кровь для исследования;
имеют длину 50 мм, каждая трубка разделена на 100 одинаковых делений.
При помощи особо устроенных пружинок капиллярные трубки плотно
зажимаются в вырезах рамки.
' Определение производится следующим образом; Полученная от рыбы
кровь всасывается в капиллярные трубки, для чего на тупой конец ее
надевается тонкая резиновая трубка. Кровь предварительно должна быть
смешана со щавелевокислым калием или натрием для предохранения ее
ёт свертывания — 1—2 мг на 1 мл крови. Заполненные кровью капилляр-
ные трубки вставляются в рамку гематокрита. Заостренные концы трубок
с кровью должны быть обращены друг к другу. Затем рамка с капилляр-
ными трубками, заполненными кровью, надевается на вал центрифуги и
закрепляется. Центрифуга пускается в ход и постепенно доводится до
максимальной скорости. Форменные элементы крови, обладающие большим
удельным весом, чем плазма, центробежной силой при центрифугировании
отбрасываются к концам капилляров, наиболее удаленным от центра
вращения. Время, необходимое для полного отцентрифугирования кро-
вяных телец, зависит от скорости вращения центрифуги.
МЕТОДЫ ИЗУЧЕНИЯ КРОВИ РЫБ
199
По истечении 10 мин. с начала центрифугирования отмечается число
делений, занимаемых столбиком кровяных телец. Затем центрифугиро-
вание продолжается еще 5—10 мин., и вновь отмечается число делений,
занятых кровяными тельцами. Центрифугирование продолжается до тех
пор, пока установится постоянная величина столбика кровяных телец.
Берется среднее арифметическое из показаний двух капилляров гемато-
крита. Поскольку каждый капилляр разделен на 100 равных частей, это
дает возможность сразу, без особых пересчетов определить процент
плазмы и кровяных телец. Например, в одном капилляре кровяные тельца
занимают 32, в другом 34 деления; среднее арифметическое будет 33 деле-
ния. Полученное среднее арифметическое показание и дает величину
кровяных телец, выраженную в процентах к объему всей крови.
ОПРЕДЕЛЕНИЕ СКОРОСТИ ОСЕДАНИЯ ЭРИТРОЦИТОВ
Если свежеполученную кровь на некоторое время оставить, то; проис-
ходит оседание красных кровяных телец в плазме.
Определение скорости оседания эритроцитов удобней пройзводить
при помощи прибора Панченкова (фиг. 1). Он состоит из деревянного,
штатива, в котором закрепляется 4 > i
стеклянные капиллярные трубки с де-
лениями. Длина капиллярных Трубок
около 75 мм, один конец их немного
оттянут. Взятая от рыбы кровь раз-
бавляется 3.8 %-мраствором лимонно- :
кислого натрия в отношении 4:1,
4 части крови и 1 часть раствора'
лимоннокислого натрия» набирается
В капиллярную трубку до верхнего
деления, как в обычную пипетку, и
переносится в шТатив. Оттянутый
конец трубки с кровью ставится в
гнездо штатива, где поверх пружины
Помещена резиновая: подкладка, не
позволяющая крови Вытекать из
капилляра. Нажимая на Пружинку в
гнезде нижним концом капилляра,
верхний конец его подводят к зажю .
му, находящемуся на верхней пере-
кладине штатива. На некоторых мо-
делях прибора верхние зажимы от- ...
сутствуют, тогда верхний конец капиллярной трубки подводится под
верхнюю перекладину штатива и ею удерживается. Через некоторое время
после установки капилляра в штатив форменные элементы крови начинают
оседать и у верхней отметки капилляра появляется столбик прозрачной
Плазмы, свободной от эритроцитов.
Через час, не вынимая капиллярной трубки из штатива, отсчитывают
длину прозрачного столбика плазмы. После первого отсчета капилляр
оставляется в штативе, и через каждый час делается еще 2—3 отсчета и
вычисляется среднее арифметическое показание величины столбика
плазмы (в мм), образовавшегося за час. Эта величина и будет являться
Показателем скорости оседания эритроцитов. >
200
Т. И. ПРИВОЛЬНЕЕ
От каждой пробы крови при определении скорости оседания эритроци-
тов следует брать не меньше двух капилляров и давать среднее арифмети-
ческое из всех полученных показаний.
ПРИГОТОВЛЕНИЕ-ПРЕПАРАТОВ ДЛЯ ИССЛЕДОВАНИЯ КРОВЯНЫХ ТЕЛЕЦ
Для изучения морфологии форменных элементов крови делаются
тонкие мазки крови на предметных стеклах. Предметные стекла для мазков
крови в начале обрабатываются хромовой смесью (200 г хромовокислого
калия растворяют в 2 л горячей воды, по охлаждении к раствору постепенно
приливают 200 мл крепкой серной кислоты) в течение суток. Затем стекла
промываются и протираются чистой тряпкой, смоченной в спирте. Запас
вымытых и подсушенных предметных стекол следует хранить в банке
с притертой пробкой в смеси спирта и эфира поровну. Перед нанесением
мазка крови предметное стекло тщательно высушивается чистой полот-
няной тряпочкой. На сухое предметное стекло наносится небольшая
капля крови. Для получения тонкого мазка крови пользуются шлифо-
вальным предметным стеклом, более узким, чем то, на которое наносится
мазок. Держа предметное стекло за длинные ребра, прикасаются им,
отступя 1.5—2.0 см от узкого конца, к поверхности капли и выжидают,
пока капля расплывется по всему ребру стекла; затем, поставив шлифо-
вальное стекло под углом 45° по отношению к предметному стеклу, легким
движением ведут стекло справа налево, пока капля не будет исчерпана.
Величина капли должна быть соразмерена так, чтобы весь мазок поме-
щался на стекле не доходя 1.5—2.0 см до его конца. Хорошо сделанный
мазок будет желтоватого цвета и прозрачен.
Приготовленный таким образом мазок на стекле подсушивается на
воздухе или в термостате. Наибольшая сохранность кровяных телец
достигается при воздушном постепенном высыхании. Высушенные нефик-
сированные мазки не следует сохранять больше 2—3 недель, так как после
этого срока клетки крови очень плохо прокрашиваются.
Фиксация мазка имеет очень большое значение; ряд дефектов препарата
является результатом плохой фиксации. Поэтому на фиксацию мазка
надо обращать самое серьезное внимание.
В качестве фиксаторов могут быть применены абсолютный этиловый
(винный) спирт, в котором выдерживается препарат в течение 3—5 мин.;
абсолютный метиловый (древесный спирт) — фиксируется 20—30 мин;
абсолютный этиловый спирт и серный эфир поровну — в течение 10—
30 мин.; ацетон и метиловый спирт поровну — фиксация длится 5 мин.;
ацетон — 5 мин.; денатурированный спирт — 30 мин.; 1%-й водный
раствор осмиевой кислоты — фиксация длится 30 мин.—1.0 час (глав-
ным образом для выявления оксихроматина, метахондрий и центросом).
Для фиксации предметные -стекла с мазками помещаются в кюветы
или чашки Петри и заливаются фиксирующей жидкостью; следует
внимательно следить, чтобы предметные стекла не соприкасались поверх-
ностями, на которых нанесены мазки. По окончании фиксации предметные
стекла с мазками пинцетом вынимают из фиксатора и ставят вертикально
на фильтровальную бумагу для просушивания.
После испарения фиксатора препарат окрашивается. Если препараты
намечено окрашивать по Май-Грюнвальду, Лейшману или ускоренному
способу Романовского (Гимза), то фиксация их не производится, так как
в указанных красителях имеются фиксирующие препарат элементы. При
окраске по Эрлиху препараты крови фиксируются высокой температурой,
МЕТОДЫ ИЗУЧЕНИЯ КРОВИ РЫБ
201
для чего предметные стекла с мазками крови помещаются в термостат,
температура которого постепенно доводится до 120° и не меняется в тече-
ние 30 мин.—1.0 часа, после чего производится окраска препарата.
Окраска препарата различными способами требует применения ди-
стиллированной воды. На дистиллированной воде разводится большинство
красок, ею же производится промывка препарата после окрашивания.
Дистиллированная вода, употребляемая для окрашивания препаратов
крови, должна иметь нейтральную реакцию. В этих целях к ней прибав-
ляют несколько капель 1%-го раствора двууглекислого натрия (при
кислой реакции воды) или несколько капель 1%-го раствора уксусной
кислоты (при щелочной реакции воды).
Реакция дистиллированной воды в полевых условиях наиболее быстро
определяется следующим образом. Испытуемая вода наливается в хими-
ческий стаканчик, куда добавляется несколько крупинок порошкообраз-
ного гематоксилина. Если вода имеет нейтральную реакцию, то не ранее
чем через 1 мин. и не позже чем через 5 мин. вода приобретает очень
слабый розовато-фиолетовый оттенок; при кислой реакции воды указан-
ный оттенок раствора гематоксилина или совсем не появляется, или по-
является значительно позже 5 мин.; если вода имеет щелочную реакцию,
то очень слабый розово-фиолетовый оттенок раствора появляется раньше
чем через 1 мин.
Окраска препарата по Романовскому (Гимза)
Краска состоит из азура II — 0.8 г, эозина — 3.0 г, глицерина хими-
чески чистого — 250.0 г и метилового спирта — 250.0 г. Указанный со-
став имеет готовая, поступающая в продажу краска.
Аналогичную краску можно приготовить в лаборатории, несколько
иным способом, а именно: а) растворяется 1.0 г азура II в 1 л свежепро-
кипяченной дистиллированной воды; б) 1.0 г эозина растворяется в 1 л
свежепрокипяченной дистиллированной воды. Растворы красок хранятся
отдельно.
Окраска мазка производится следующим образом.
1. Из продажной краски Романовского (Гимза) приготовляется рабочий
состав, для чего на каждый миллилитр дистиллированной воды берется
2 капли продажной краски и этим составом заливаются предметные стекла
с мазками крови. Продолжительность окраски 20—30 мин.
2. На каждый миллилитр дистиллированной воды прибавляют по
3 капли вышеуказанного водного раствора эозина и смешивают, затем
прибавляют по столько же раствора азура и опять смешивают. Рабочий
раствор приготовляют перед самым употреблением (хранить его нельзя).
На каждый мазок требуется 2—3 мл рабочего раствора. Окрашивание
продолжается в течение 20—30 мин. Если ядра лейкоцитов окрашиваются
бледно, надо брать больше 3 капель азура. Если эритроциты и зерни-
стость эозинофилов с синеватым оттенком, то берется больше эозина.
Цвет смеси азура и эозина в тонком слое должен иметь слабо-фиолетовый
оттенок.
Хорошо прокрашенный и отмытый препарат должен иметь тонкий
красноватый оттенок. При кислой реакции воды препарат имеет более
красноватый оттенок, при щелочной реакции — синеватый оттенок.
На правильно окрашенных препаратах эритроциты при нейтральной и
кислой смеси краски розовые, при щелочной — голубоватые. Ядра белых
кровяных телец имеют вишнево-красный цвет; наиболее сильно окрашены
202
Т. И. ПРИВОЛЬНЕВ
ядра лимфоцитов. Чем щелочнее раствор краски, тем крупнее и сильнее
окрашена зернистость. Зернистость эозинофилов ярко-розовая, при более
щелочных смесях красок — голубоватая. Зернистость базофилов редко
сохраняется полностью, большая часть их чаще растворена, что придает
протоплазме диффузно-азурофильную окраску. Зернистость монону-
клеаров нежная, в виде точек и палочек, рассеяна по всей протоплазме.
Тон протоплазмы голубовато-сероватый, а у лимфоцитов голубой.
Окраска препарата по Май-Грюнвальду
Краска эозиновокислая метиленовая синька в порошке или таблетках
растворяется в метиловом спирте. Прецарат красится без предваритель-
ной фиксации.
На предметное стекло наносится мазок свежей неразведенной крови,
который слегка подсушивается. Затем на него наливается около 2 мл
краски Май-Грюнвальда, и он оставляется на 3—5 мин., в это Же время
происходит и фиксация мазка; после добавляется равное количество
дистиллированной воды, и он оставляется еще на 5—10 мин.; к концу
окрашивания препарат приобретает розоватый оттенок. После этого, пре-
парат освобождается от краски, быстро споласкивается дистиллироващной
водой и осторожно подсушивается фильтровальной бумагой. Указанная
окраска делает эритроциты светло-красными, ядра — синими; базофиль-
ные зерна — темно-синими, нейтрофильные — светло-красными и кро-
вяные пластинки — бледно-синими.
Окраска по Паппенгейму является комбинированной. Препарат вна-
чале красится но Май-Грюнвальду й затем обрабатывается краской
Романовского (Гимза). При окраске препарата по Май-Грюнвальду после
прибавления к краске равного количества воды рекомендуется красить
мазок только 1 мин. После удаления краски с препарата фильтровальной
бумагой препарат заливается свежеприготовленным раствором краски
Романовского (Гимза) — 15 капель на 10 мл дистиллированной воды —
и красится 10—12 мин. Препараты, окрашенные по Паппенгейму, отли-
чаются яркостью, эритроцитов, хорошо заметна базофильная структура
ядра и специфическая зернистость лейкоцитов..
ИЗМЕРЕНИЕ ЭРИТРОЦИТОВ И ВЫЧИСЛЕНИЕ ИХ
ПОВЕРХНОСТИ
У рыб, так же как у амфибий, рептилий и птиц, эритроциты имеют
ядро и овальную или чечевицеобразную форму. Иногда у одного И того же
экземпляра одновременно имеются овальные и округлые — юные формы
эритроцитов.
Размеры эритроцитов варьируют в зависимотсти от вида рыбы.. При
повышении кислотности крови объем эритроцитов увеличивается, наоборот,
повышение щелочности крови влечет за собой уменьшение размеров эри-
троцитов. Поэтому объем эритроцитов в венозной крови больше, чем
в артериальной.
Для измерения эритроцитов на предметном стекле делается тонкий
мазок крови, который подсушивается на воздухе. Затем мазок фиксируется,
окрашивается и покрывается покровным стеклом. Измерение производится
под микроскопом, лучше с иммерсией, с помощью окуляр-микройетра.
Измерять следует эритроциты свободно лежащие, с хорошо очерченными
МЕТОДЫ ИЗУЧЕНИЯ КРОВИ РЫБ
203
краями. Достаточно у эритроцита сделать два измерения — величину
большого и малого диаметров.
На каждом мазке необходимо измерить не меньше 100 эритроцитов и
вычислить средние величины.
Поверхность эритроцитов вычисляется по формуле:
О а Ъ
^2'2 ’
где а — большой и b малый диаметры эритроцита в микронах.
СЧЕТ ЭРИТРОЦИТОВ
Количество эритроцитов в единице объема крови у разных рыб раз-
лично.
У рыб, как и у других животных, самцы по сравнению с самками имеют
всегда большее количество эритроцитов. Наибольшие различия бывают
при наступлении половой зрелости. Возрастные колебания числа эритро-
Кииврзгяяяр’мз!
IHBHBSSBBSHSBSgS
3K1K>I3EBIIEDEX1J
змжшмикмйд
aamaaaasM
зщвдвдйЦ
Фиг. 2. Счетная камера Тома-Цейса.
А — вид сверху, Б — продольный разрез: а — предметное стекло;
б — пластинка; в — столбик; г — покровное стекло. В — сетка с эри-
троцитами при большом увеличении.
цитов в крови рыб и изменение числа эритроцитов по сезонам года, в раз-
личные периоды жизни рыб остаются неизученными.
Счет эритроцитов производится при помощи счетных камер (фиг. 2).
На толстом предметном стекле укреплено стеклышко, на котором нанесена
•сетка в форме квадратиков, сторона которых равняется 1/20 мм, следова-
тельно, площадь каждого квадратика равна 1/20x1/20=1/400 кв. мм.
Покровное стекло г располагается над сеткой так, что между сеткой и по-
КровнЫм стеклом остается свободное пространство; расстояние от нане-
сенной на Стекле сетки до пРкровнбго стекла равно 1 /10 мм, так как уча-
сток с сеткой ниже окружающих частей на 1/10 мм. Таким образом,
объем между сеткой и покровным стеклом над каждым маленьким квадра-
тиком сетки будет 1/400x1/10=1/4000 кв. мм. Счетные камеры имеют
несколько видов сеток. Принцип же устройства различных сеток один и
тот же; разница только в количестве й группировке квадратов. В Совет-
ском Союзе наиболее распространены сетки Горяева, Предтеченского,
Тома, Тюрка, Бюркера, Нейбауэра, Цапперт, Эльцхольца.
Сетка Горяева имеет 125 больших квадратов, часть из которых раз-
делена на 15 малых квадратов. Сетка Предтеченского состоит из 100 боль-
ших квадратов, часть из которых разграфлена или горизонтально, или
вертикально. Часть же разделена на малые квадраты. Сетка Тома со-
стоит из 16 больших квадратов, подразделенных на 16 малых. Каждый
204
Т. И. ПРИВОЛЬНЕВ
большой квадрат отделен от другого пространством с тройными линиями
по ширине, соответствующей малому квадрату. Всего в сетке 400 малых
квадратов. Сетка Тюрка в своей центральной части напоминает сетку
Тома. Вся сетка содержит 144 больших квадрата, по 12 в каждом ряду..
По объему помещаемой крови сетка Тюрка в 9 раз больше сетки
Тома.
Счет эритроцитов на всех сетках производится в маленьких квадратах,
большие же квадраты служат для ориентировки при счете.
Для облегчения счета эритроцитов кровь предварительно разбавляется
в 100 или 200 раз. В неразбавленной крови эритроциты на сетке распола-
гаются слишком густо, что сильно затрудняет подсчет. Для разбавления
крови рыб рекомендуется при-
менять следующие растворы:
----------------------------------*1 -------------------------------I — нейтральная красная —
||--------------------------------25 мг, хлористый натрий —
•.:_лд.._ 0’56 г> вода дистиллирован-
ная — 100 мл; II — кристалл-
виолет — 12 мг, лимоннокис-
лый натрий — 3.8 г, формалин
Фиг. 3. Смеситель. 40 %-й —0.4 мл, вода дистилли-
рованная — 100 мл.
Указанные растворы хранятся отдельно. Перед употреблением смеши-
ваются. Опыт показал, что наилучшие результаты получаются, если
брать первого раствора 75% и второго — 25%. Указанный раствор раз-
бавляет и одновременно фиксирует и окрашивает эритроциты и лейкоциты
крови.
Для счета лейкоцитов неприменимо разведение крови 0.5%-м раствором
уксусной кислоты, так как ядерные Эритроциты рыб не растворяются
полностью. Поэтому применяется жидкость из двух растворов, I и II,
употребляемых при разведении крови птиц.
Разбавление крови производится в смесителе (фиг. 3), который пред-
ставляет собой калиброванную капиллярную пипетку с расширением.
Внутри расширения находится стеклянная бусинка, помогающая более
равномерно распределить эритроциты в смеси при взбалтывании.
На капиллярной части пипетки, до расширения, имеются метки 0.5
и 1.0, за расширением: пипетки — метка 101. Пипетка откалибрована
таким образом, что объем капилляра до метки 1.0 в 100 раз меньше объема
пипетки до метки 101, объем капилляра до метки 0.5 в 200 раз меньше
объема пипетки до метки 101.
Если набрать кровь в смеситель до метки 0.5 и дополнить раствором
до метки 101, то получится разбавление крови в 200 раз, при заполнении
капилляра кровью до метки 1.0 получится разбавление в 100 раз.
Смеситель должен быть тщательно вымыт спиртом и эфиром и затем
просушен. Для просушивания пользуются продуванием воздуха при по-
мощи резиновой груши или насоса, продувание ртом недопустимо.
В просушенном смесителе стеклянная бусинка в расширении свободно
передвигается, если же в смесителе находится влага, бусинка может
прилипать к стенкам. При свертывании крови в смесителе необходимо
его очистить, промыть раствором едкого натра, затем спиртом, эфиром и
подсушить.
Счет производится следующим образом.
Взятая от рыбы кровь насасывается в капилляр смесителя до метки 0.5
или 1.0 (попадание пузырьков воздуха недопустимо). Затем конец капил-
1
2
3
4 5
6 7
Фиг. 4. Кровяные тельца угря.
1—3 — эритроциты, покрашенные по Май-Грюнвальду; 4—7 — свежие неокрашенные эритроциты
(4, 5 — вид сверху, 6. 7 — вид сбоку); 8—23 — покрашенные по Май-Грюнвальду: 8—12 — лимфо-
циты (8, 9 —малые лимфоциты, 12 — большие лимфоциты, 11, 12—в протоплавме содержатся
гранулы), 13—16 — лейкоциты-нейтрофилы, 17—19 — моноциты, 20—23 —к тромбоциты; 24—48 — ок-
рашенные краской Романовского: 24—31 — лимфоциты (27, 28 —в протоплазме содержатся
гранулы, 30, 31 — имеют лопастные псевдоподии), 32—35 — нейтрофилы, содержат в протоплавме
многочисленные палочкообразные гранулы, 36—41 — моноциты, 42—43 — по-видимому, моноциты
в равных стадиях развития, 44—48 — тромбоциты.
МЕТОДЫ ИЗУЧЕНИЯ КРОВИ РЫБ
205
ляра обтирается ваткой или чистой тряпочкой, опускается в приготовлен-
ный раствор для разбавления крови и насасывается до метки 101.
При насасывании раствора смеситель следует слегка вращать, чтобы
не допустить пузырьков воздуха между стеклянной бусинкой и стенками
смесителя. Закрыв большим и средним пальцами концы смесителя,
нужно хорошенько перемешать находящуюся в нем жидкость. Сраз}г же
после перемешивания несколько капель жидкости следует удалить из
капилляра, так как в капилляре смесителя эритроцитов нет, и после
этого поместить небольшую каплю разбавленной крови на сетку счетной
камеры. Нанесенная капля покрывается покровным стеклом таким путем,
чтобы под стеклом не оставалось ни одного пузырька воздуха.
Покровное стекло прижимается большим пальцем к предметному и
слегка передвигается вверх и вниз до тех пор, пока не появятся зеленовато-
красноватые оттенки, так называемые Ньютоновы кольца, что является
доказательством плотного прилегания покровного стекла к предметному.
Затем счетная камера переносится на подвижной столик микроскопа.
Под микроскопом сетка устанавливается вначале при малом увеличении,
затем переходят к большому увеличению, при котором и проводится счет.
В поле зрения отыскивается верхний левый малый квадратик на сетке
Тома, ориентируясь линиями, пересекающими квадратики пополам. Пере-
двигая сетку слева направо, следует сосчитать число эритроцитов, нахо-
дящихся в каждом малом квадратике.
Часто эритроциты располагаются на пограничных линиях квадрати-
ков сетки, в таких случаях эритроциты, находящиеся на правых и нижних
линиях, не считаются, так как они будут подсчитаны при переходе к следую-
щему правому квадратику, а затем к нижнему ряду квадратиков. Дойдя
до правого верхнего квадратика, нужно перейти к правому квадратику
следующего нижнего ряда и вести счет, передвигая сетку справа налево.
Обычно в одном ряду сетки находится 20 малых квадратиков, необходимо
подсчитать таких 4 ряда, т. е. 80 квадратиков. Число эритроцитов отме-
чается для каждого квадратика отдельно. Затем следует просуммировать
число эритроцитов для каждого ряда. Большие расхождения числа эритро-
цитов в отдельных рядах говорят за то, что разбавленная кровь в смеси-
теле плохо перемешана. В таких случаях следует тщательно перемешать
оставшуюся в смесителе разбавленную кровь и взять новую каплю для
счета.
Добившись однородных величин в отдельных рядах, суммируют числа
80 квадратиков и находят среднее арифметическое для одного квадра-
тика.
Подсчет эритроцитов в 1 куб. мм крови проводится следующим образом.
Пусть в одном квадратике находится А эритроцитов (вычисленное среднее
арифметическое). Объем разбавленной крови над каждым квадратиком
равен 1/4000 куб. мм, тогда в 1 куб. мм разбавленной крови эритроци-
тов будет .4x4000. Если кровь разбавлена в 100 раз, то полученное
число должно быть увеличено еще в 100 раз, тогда получим А Х4000 X100;
при разбавлении крови в 200 раз, полученное число умножается на 200, что
и даст нам .4x4000x200 эритроцитов в 1 куб. мм неразбавленной крови.
СЧЕТ БЕЛЫХ КРОВЯНЫХ ТЕЛЕЦ — ЛЕЙКОЦИТОВ
Количество лейкоцитов в крови рыб по сравнению с млекопитающими
чрезвычайно велико. Лейкоциты рыб, как и лейкоциты других животных,
неоднородны. Имеются различия в величине, форме лейкоцитов, в строении
206
Т. И. ПРИВОЛЬНЕЕ
их ядер, в количестве протоплазмы и в количестве зерен, имеющихся
в протоплазме (фиг. 4).
Морфологическое изучение лейкоцитов производится при помощи
окрашивания их основными и кислыми красками. Окрашиваются мазки
крови, нанесенные на предметное стекло. Различные структурные элементы
клеток, обладая различным химическим составом, по-разному воспри-
нимают краску. Ядра лейкоцитов окрашиваются в синий цвет, прото-
плазма же разных лейкоцитов окрашивается неодинаково, у одних лейко-
цитов она приобретает розоватый оттенок, у других синеватый, у третьих
остается бесцветной. Лейкоциты рыб имеют ряд особенностей в строении
ядра, протоплазмы и гранул по сравнению со строением лейкоцитов млеко^
питающих. Это заставило некоторых авторов вводить новые специальные
обозначения для лейкоцитов рыб. В настоящее время нет специфической
для рыб. классификации и номенклатуры и лейкоциты рыб классифици-
руются по тем признакам, которые хорошо изучены для лейкоцитов млеко-
питающих. На основании этих признаков лейкоциты делятся на 1) грану-
лоциты, 2) лимфоциты и 3) моноциты. Лейкоцитарная формула крови рыб
чрезвычайно неустойчива. Изменяется общее количество и соотношение
разных лейкоцитов в зависимости от возраста, сезона, питания, половой
зрелости, заражения паразитами и т .д.
Определение количества лейкоцитов производится так же как эритро-
цитов. Используется та же счетная камера, подсчеты проводятся в разбав-
ленной крови. Так как лейкоцитов в крови меньше, чем эритроцитов, то
разбавление крови производится не в 100 и 200 раз, а в 10 или 20 раз.
Для разбавления применяется смеситель в виде капиллярной пипетки
с расширенной частью. Объем расширенной части пипетки в 10 раз больше
объема капилляра. Выше расширенной части пипетки имеется метка 11,
до которой и добавляется жидкость для разбавления крови после наполне-
ния капилляра кровью.
Для разбавления крови применяется та же жидкость, что и при под-
счете эритроцитов. Подсчет и вычисления проводятся так же, как указано
для эритроцитов. При расчетах следует проводить умножение на число,
характеризующее разбавление крови.
ОПРЕДЕЛЕНИЕ РЕЗИСТЕНТНОСТИ ЭРИТРОЦИТОВ
Эритроциты рыбы довольно легко разрушаются при изменении условий,
в которых они находятся.
При разрушении целостности оболочки красные кровяные тельца те-
ряют гемоглобин и становятся прозрачными, а жидкость, в которой они
находятся, окрашивается в красный цвет. Указанное разрушение эритро-
цитов носит название гемолиза. Кровь, в которой произошел гемолиз
эритроцитов, становится прозрачной и носит название лаковой крови.
Раствор хлористого натрия, имеющий одинаковое с кровью осмоти-
ческое давление, носит название изотонического, или физиологического,
раствора. Для крови рыб изотоническая концентрация хлористого натрия
для селяхий будет около 3.0% и для костистых пресноводных рыб — около
0.5%.
Максимальная концентрация хлористого натрия, при которой начи-
нается гемолиз, и концентрация раствора, при которой происходит пол-
ный гемолиз, указывают границы резистентности эритроцитов.
Для определения резистентности эритроцитов пресноводных рыб
надо взять 8 градуированных на 10 мл пробирок. Градуировку пробироц
МЕТОДЫ ИЗУЧЕНИЯ КРОВИ РЫБ
207
можно проделать в лаборатории, для чего в каждую пробирку наливается
из бюретки 10 мл воды и на стенке пробирки делается отметка уровня воды.
После этого вода из пробирок выливается и пробирки подсушиваются.
Градуированные пробирки наполняются следующим количеством
воды:
1-я пробирка остается без воды
2-я » — 1 МЛ
3-я » — 2 »
4-я » — 3 »
5-я >> — 4 »
6-я » — 5 »
7-я » — 6 )>
8-я » — 7 »
В каждую пробирку добавляют до 10 мл 0.5%-го раствора хлористого
натрия. Все пробирки устанавливаются в штатив. Получается ряд про-
бирок с убывающей концентрацией раствора хлористого натрия, в каж-
дой последующей пробирке концентрация понижается на 0.05%: в 1-й
пробирке будет 0.5°/0-й раствор, во 2-й 0.45%-й, в 3-й 0.,40%-й, и т. д., в
8-й пробирке будет 0.15%-й раствор.
Затем во все пробирки прибавляют по 0.3 мл 20 %-й взвеси эритроци-
тов в физиологическом растворе, взбалтывают и оставляют выждать на
1 час.
В 1-й и 2-й пробирках обычно гемолиза не, происходит. После часо-
вого стояния эритроциты опускаются ца дно и раствор в пробирке стано-
вится бесцветным.
В какой-то из последующих пробирок незначительная часть эритро-
цитов разрушается — происходит гемолиз, раствор приобретает еле за-
метную окраску, но значительная часть эритроцитов сохраняет свою
целостность и оседает на дно пробирки.
В каждой последующей пробирке количество сохранившихся эритро-
цитов уменьшается, а интенсивность окрашивания раствора усиливается,
и дальше вправо от какой-то пробирки все эритроциты разрушаются.
Отмечается концентрация раствора, в которой начинается гемолиз,
и первая концентрация, в которой произошел полный гемолиз.
Описанный способ определения резистентности эритроцитов требует
около 1 мл крови. От мелких экземпляров рыб такого количества крови
не всегда удается получить.
Изучение резистентности крови мелких экземпляров рыб можно про-
водить при помощи микроскопа. Делается это следующим образом: выше-
описанным способом приготовляется 8 пробирок с различной концентра-
цией хлористого натрия. Небольшое количество полученной крови раз-
бавляется примерно в 5 раз физиологическим раствором. Затем поочередно
из каждой пробирки на предметное стекло берется капля раствора, в ко-
торую стеклянной палочкой вносится минимальное количество раз-
бавленной крови, и тотчас же под микроскопом изучается состояние
эритроцитов.
Уловить момент, когда произойдет полный гемолиз эритроцитов, не
представляет затруднений, но требуется большая внимательность, чтобы
отметить начало разрушения эритроцитов.
Изучение устойчивости эритроцитов по отношению к действию других
веществ — сапонина, аммиака, спирта, эфира—и температуры произво-
дится так же, как это было описано для гипертонического раствора хло-
ристого натрия.
208
T. И. ПРИВОЛЬНЕВ
Концентрация испытуемого вещества, вызывающая начало гемолиза
эритроцитов, в каждом отдельном случае должна быть подобрана пред-
варительно, а затем уже, ориентируясь на нее, следует составлять соот-
ветствующий ряд различных концентраций.
Надо отмечать концентрации, вызывающие начало гемолиза и полный
гемолиз. Отмеченные концентрации и будут указывать минимальную
и максимальную устойчивость^эритроцитов по отношению к применяемому
веществу.
ОПРЕДЕЛЕНИЕ ГЕМОГЛОБИНА В КРОВИ РЫБ ...
Красные кровяные тельца — эритроциты содержат в среднем около
65% воды и около 35% сухого вещества; 90—95% этого сухого вещества
Количество гемоглобина у разных животных
составляет гемоглобин.
Фиг. 5. Гемометр Сали.
дующим образом: взято 20
различно. В крови рыб количество ге-
моглобина колеблется у разных видов
от 6 до 12% по весу от всей крови.
У одного и того же вида рыб содер-
жание гемоглобина колеблется в довольно
широких пределах. У самцов содержание
гемоглобина выше, чем у самок.
Наиболее распространенным способом
является определение гемоглобина при
помощи гемометра Сали (фиг. 5), состоя-
щего из штатива с тремя гнездами для
узких пробирок. В крайние гнезда поме-
щены запаянные пробирки, в которых
находится жидкость стандартного цвета.
В среднее гнездо помещается такая же
узкая открытая пробирка с делениями.
К прибору приложены капиллярная пипет-
ка с меткой на 20 куб. мм, пипетка типа
глазной пипетки для прибавления воды
по каплям в открытую пробирку прибора
и стеклянная палочка для размешивания
жидкости в пробирке.
Стандартные растворы в запаянных
пробирках гемометра приготовлены сле-
куб. мм стандартной крови (под стандарт-
ной кровью понимается кровь, в которой содержится гемоглобина 16%
по весу); затем прибавляется 200 куб. мм децинормального раствора
соляной кислоты, и водой объем доводится до 2 мг. Получается раствор
солянокислого гематина бурого цвета; интенсивность окрашивания ука-
занного раствора и принимается за 100%.
Определение содержания гемоглобина по Сали производится следую-
щим образом. В градуированную открытую пробирку гемометра нали-
вается децинормальная соляная кислота до метки 10 (200 куб. мм), затем
в капиллярную пипетку набирается взятая кровь до метки 20 (200куб. мм),
кончик пипетки тщательно вытирается, чтобы не было крови снаружи
пипетки, и переносится в пробирку с соляной кислотой.
Из капиллярной пипетки, опустив ее до дна пробирки, кровь выду-
вают в кислоту, стараясь не взмучивать ее; после этого пипетка немного
приподнимается вверх и ополаскивается 2—3 раза соляной кислотой из
верхнего прозрачного слоя. Промытая пипетка освобождается от жид-
МЕТОДЫ ИЗУЧЕНИЯ КРОВИ РЫБ
209
кости и осторожно удаляется из пробирки. Полученная смесь тщательно
перемешивается при помощи легких ударов пальцем по нижнему концу
пробирки, при этом необходимо следить, чтобы в пробирке не было сгуст-
ков свернувшейся крови. После перемешивания крови с соляной кисло-
той пробирка ставится в штатив на 5 мин.
По истечении 5 мин. в пробирку осторожно по каплям прибавляют
дистиллированную воду до тех пор, пока интенсивность окраски испыту-
емого раствора не уравняется со стандартными. Сравнение цветов про-
изводится в свете, проходящем через пластинку молочного стекла, при-
крепленную к задней стенке штатива.
При прибавлении воды в пробирку жидкость тщательно размешивают
стеклянной палочкой, стараясь не уносить из пробирки капель жидкости
на палочке по окончании размешивания.
Когда окраска в пробирке сравнивается с окраской стандартов, сле-
дует сделать отсчет по нижнему мениску жидкости и после этого еще при-
бавить в пробирку одну каплю дистиллированной воды. Если сравнение
цветов было сделано точно, то прибавление лишней капли воды ослабит
интенсивность окраски раствора по сравнению с окраской стандартов.
Полученная при отметке цифра и будет показывать процент гемогло-
бина по Сали.
Достоинством этого метода является простота и скорость определения
при достаточной точности, а также портативность самого приборчика,
что дает возможность пользоваться им в полевой обстановке.
Применяемый в работе децинормальный раствор соляной кислоты
должен быть приготовлен в лаборатории следующим образом: отмерить
из бюретки 8.2 мл крепкой соляной кислоты удельного веса 1.19 и при-
бавить до литра дистиллированной воды, хорошо перемешать и закрыть
пробкой. Для полевых работ потребуется небольшое количество раствора
соляной кислоты; 100 мл раствора кислоты хватит почти на 500 опреде-
лений.
Процент гемоглобина по Сали показывает лишь относительную вели-
чину содержания гемоглобина в испытуемой крови по сравнению со стан-
дартной кровью. Некоторые авторы содержание гемоглобина в крови рыб
выражают в граммах на 100 мл крови, т. е. в граммпроцентах. Для того
чтобы содержание гемоглобина, указанное в процентах по Сали, выра-
зить в грамм-процентах, необходимо составить и решить следующее урав-
16 • А
нение: X : 16=Л : 100, отсюда Х=—jqq—, где X — искомая величина
в грамм-процентах, 16 — содержание гемоглобина в жидкости стандартов
в грамм-процентах, А — найденное содержание гемоглобина в испыту-
емой крови в процентах по Сали и 100 — содержание гемоглобина в жид-
кости стандартов, принятое за 100%.
Итак, чтобы перевести величину содержания гемоглобина, выражен-
ную в процентах по Сали в грамм-проценты, нужно показание по Сали
умножить на 16 и разделить на 100.
ОПРЕДЕЛЕНИЕ УДЕЛЬНОГО ВЕСА КРОВИ РЫБ
Удельный вес крови зависит от концентрации в ней как неорганиче-
ских, так и органических веществ. Эритроциты крови имеют больший
удельный вес, чем плазма.
Удельный вес крови рыб в среднем равен 1.035, при колебаниях от
1.032 до 1.051.
14 Жизнь пресных вод, т. IV, ч. 2
210
Т. И. ПРИВОЛЬНЕЕ
' Определение удельного веса крови можно произвести путем опуска-
ния капли крови в какую-либо жидкость, удельный вес которой известен.
Применяемая жидкость не должна быстро разрушать целостности капли
крови.
Для определения удельного веса крови можно применить смесь бен-
зола, удельный вес которого 0.88, и хлороформа с удельным весом 1.49.
взятых в разных отношениях, или насыщенный раствор медного купороса,
удельный вес которого колеблется около 1.1. Если удельный вес крови
равен удельному весу жидкости, в которую помещается капля крови,
последняя должна держаться в жидкости некоторое время во взвешенном
состоянии, не поднимаясь и не опускаясь. Подниматься вверх капля
крови будет в жидкости с большим удельным весом и опускаться — в жид-
кости с меньшим удельным весом по сравнению с каплей крови.
Более удобной жидкостью является насыщенный раствор медного
купороса с удельным весом 1.1.
Определение проводится следующим образом.
Берется 10 хорошо промытых пробирок, градуированных на 10 мл.
В каждую пробирку наливается дистиллированная вода в количестве,
указанном в табл. 1, и доливается насыщенным раствором медного купо-
роса до метки 10 мл.
Таблица!
Изменение удельного веса раствора при различных концентрациях медного
купороса
№ пробирки
, '1 2 3 4 5 . 6 7 8 9 10 /
Количество добав- ляемой воды (в мл) . . . . . 6:1 ’ 6.2 6.3 6.4 6.5 6.6 6.7 6.8 6.9 7.0
Удельный вес рас- ( твора-. . . . . 1.039 1.038 1.037 1.036 1.035 1.034 1.033 1.032 1.031 1.030
, В пробирку № 5 опускается небольшая капля исследуемой крови..
Если капля в течение 3—5 сек. остается в растворе во взвешенном со-
стоянии, не поднимаясь и не опускаясь, то удельный вес крови будет
равен удельному весу раствора, т. е. 1.035. Если капля крови тотчас
после Помещения ее в раствор пробирки № 5 всплывет (удельный вес крови
меньше удельного веса раствора), нужно опустить каплю крови в следую-
щую Справа пробирку № 6. Опыт повторяется до тех пор, пока не будет
Найдена пробирка, в растворе которой капля крови не всплывет. Удель-
ный вес жидкости этой пробирки и покажет удельный вес испытуемой
крови. В случае опускания на дно капли крови при помещении ее в про-
бирку № 5, что указывает на больший удельный вес крови по сравнению
с удельным весом жидкости в пробирке № 5, следует перейти к испыта-
ний кайли крови в жидкости левой пробирки, № 4, и передвигаться
Влево до тех пор, пока не будет найдена пробирка, в жидкости которой
кровь не тонет и держится во взвешенном состоянии в' течение 3—5 сек.
!'' Определение’ удельного веса плазмы производится так же, какиопре;
деление цельной крови. Чтобы получить плазму, кровь освобождается
МЕТОДЫ ИЗУЧЕНИЯ КРОВИ РЫБ
2Н
от эритроцитов центрифугированием. Удельный вес плазмы меньше
удельного, веса крови, а поэтому ряд растворов — медного купороса —
должен иметь меньшие удельные веса, чем для определения крови.
Для определения удельного веса плазмы можно применить ряд рас-
творов медного купороса (табл. 2), для чего в насыщенный раствор мед-
ного купороса наливается дистиллированная вода в количествах, указан-
ных в табл. 2, до объема 10 мл.
Таблица 2
Изменение удельного веса раствора при разбавлении его дистиллированной водой
Количество добав- ляемой воды (в мл) Удельный вес рас- твора № пробирки
1 2 3 4 5 6 7 8 9 10
7.5 1.025 7.6 1.024 7.7 1.023 7.8 1.022 7.9 1.021 8.0 1.020 8.1 1.019 8.2 1.018 8.3 1.017 8.4 1.016
Ход определения и вычислений такой же, как и при определении
удельного веса цельной крови.
Приготовленные смеси рядов жидкостей могут быть использованы
для определения удельного веса крови или плазмы неоднократно, за исклю-
чением тех пробирок, в которые помещены капли крови; при новом опре-
делении эти пробирки должны быть заполнены свежим раствором.
ЛИТЕРАТУРА
Андрианов В. Б. Опыт сравнительного изучения крови пресноводных
рыб. Уч. зап. Моск. гос. унив., 9, 1937.
Антипова П. С. Изменение крови карпа под влиянием возраста п некоторых
экологических условий. Мосрыбвтуз, 1939.
Барабашева 3. Материалы к проблеме акклиматизации к низким парциаль-
ным давлениям кислорода. Изд. АН СССР, М.—Л., 1941.
Бетешева Е. Осмотическое давление крови у каспийского пузанка во время
миграции. Рыбн. хоз. СССР, 8, 1938.
Веселов Е. А. Исследования по физиологии крови рыб. Осмотическое давле-
ние крови пресноводных рыб и методы его определения. Тр. Бородинск. биолог, ст.,
IX, 1, 1936.
Голодец Г. Г. О морфологической картине крови некоторых рыб. Тр. Мос-
рыбвтуза, 2, 1940.
Драбкина В. М. и Л. И. Т е л к о в а. Зрелость половых продуктов у самок
кубанской севрюги и лейкоцитарная формула крови. Тр. Лаборат. основ рыбоводства,
II, Л., 1949.
Калашников Г. Н. Влияние активной реакции внешней среды на содержа-
ние гемоглобина и число эритроцитов у рыб. Уч. зап. Моск. гос. унив., 33, 1939а.
Калашников Г. Н. Состав крови осетровых рыб в связи с обменом на раз-
личных стадиях полового цикла. Уч. зап. Моск. гос. унив., 33, 19396.
Калашников Г. Н. Скорость оседания эритроцитов рыб. Уч. зап. Моск,
гос. унив., 33, 1939в.
Калашников Г. Н. Состав крови рыб. Уч. зап. Моск. гос. унив., 33, 1939г.
Коржуев П. А. Эволюция дыхательной функции крови. Изд. АН СССР,
М,—Л., 1949.
14*
212 Т. И. ПРИВОЛЬНЕВ
Павлов В. А. Исследования по физиологии крови рыб, I. Содержание сахара
в крови пресноводных рыб. Тр. Бородинск. биолог, ст., IX, 1, 1936.
Павлов В. А. Материалы по физиологии крови промысловых рыб. Сравнитель-
ная физиологическая характеристика крови (гемоглобин, сахар) рыб оз. Ильмень и
Ладожского озера. Изв. Всесоюзн. н.-иссл. инет, озерн. и речн. рыбн. хоз., XXI.
1, 1939.
Павлов В. А. и В. Г. К р о л и к. Исследования по физиологии крови рыб, I.
Содержание гемоглобина и число эритроцитов в крови некоторых пресноводных рыб.
Тр. Бородинск. биолог, ст., IX, 1, 1936.
Р у б а ш е в С. И. Исследования но физиологии крови рыб. О белых кровяных
клетках некоторых пресноводных костистых рыб. Тр. Бородинск. биолог, ст., 1, 1936.
Рык А. Ф. Осмотическое давление крови осетровых в период миграции. Уч.
зап. Моск. гос. унив., 33, 1939.
Глава 50
МЕТОДЫ ИССЛЕДОВАНИЯ ФИЗИЧЕСКИХ СВОЙСТВ
И ХИМИЧЕСКОГО СОСТАВА ВОДЫ
О. А. АЛЕКИН
Работы по исследованию физических свойств и химического состава
воды делятся на полевые, выполняемые непосредственно у объекта изу-
чения (водоема), и на лабораторные, выполняемые в условиях более
или менее хорошо организованной лаборатории.
На месте взятия проб определяются быстро изменяющиеся ингре-
диенты — растворенный в воде кислород, свободная углекислота, кар-
бонатный ион и активная реакция воды (pH). Весь же остальной хими-
ческий анализ в целях повышения его точности следует переносить в ла-
бораторные или близкие к ним условия. Все физические определения
(прозрачность, цвет, температура воды) производятся на водоеме одно-
временно с гидрохимическими и гидробиологическими работами.
РАБОТЫ, ВЫПОЛНЯЕМЫЕ У ОБЪЕКТА
Организация работы
Выполнение ряда физических и химических определений на борту
парохода, лодки или на плоту заставляет заранее продумать весь ход
работы и расположить необходимое оборудование, посуду и реактивы
так, чтобы все было под рукой и не вызывало напрасной траты времени
на лишние манипуляции.
Стеклянную посуду и реактивы помещают в специально изготовлен-
ные ящики с гнездами для склянок разного размера и зажимами для
бюреток. Для титрования на лодке ставят столик или заменяющий его
ящик и устраивают полочки для реактивов.
- Выемку проб воды из глубоких водоемов производят с помощью руч-
ной или электрической лебедки.
В зимнее время, если вблизи исследуемого водоема нельзя найти
подходящего помещения, всю гидрофизическую и химическую работу
ведут в специально утепленном возке, передвигаемом вручную или лоша-
дью (фиг. 1). Возок должен быть обит внутри войлоком, крыша покрыта
толем, а внутри поставлена небольшая железная или чугунная печь.
Лебедка с тросом располагаются снаружи, а блок-счетчик внутри возка.
Трос через отверстие в стене входит внутрь возка. Подвешиваемые
Фиг. 1. Утепленный возок для зимних работ.
Наверху разрез по линии А—Б: 1 — дверь; 2 — камелек; з—стол; 4 — окно; 5 — полка-
8 — рундук; 7 — люк; 8 — блок-счетчик; 9 — лебедка (с металлическим тросом); 10 —
блок. Внизу возок в плане; 1 — дверь; 2 — камелек; з стол; 4 — окцо; 5 — полка;
6 — рундук; 7 — люк; 8 — откидной щит (для сна); о — лебедка.
ИССЛЕДОВАНИЕ ФИЗИЧЕСКИХ И ХИМИЧЕСКИХ СВОЙСТВ ВОДЫ
215
к нему приборы погружаются в воду через люк в полу. Весной вместо
тяжелого возка можно пользоваться легкими санями.
Последовательность работы на водоеме такова:
1) определяется прозрачность воды по диску Секки и цвет воды по
шкале цветов;
2) измеряется температура воды на тех горизонтах, откуда будет
взята вода для химического анализа;
3) берется проба воды и в ней определяется pH, СО2 и GOg, фикси-
руется О»;
4) наполняется водой бутыль для дальнейшего анализа в лаборатор-
ных условиях.
физические свойства воды1
Прозрачность воды
Прозрачность воды измеряется белым диском (диск Секки), который
опускается в воду на размеченном шнуре. Глубина, на которой диск
перестает быть видимым, измеряемая в сантиметрах, считается прозрач-
ностью воды. В том случае, когда диск остается видимым при погруже-
нии его до самого; дна водоема, прозрачность отмечают словами «до дна»
и в скобках ставят глубину места наблюдения. Диск следует беречь от за-
грязнения и временами покрывать свежими белилами.
Цвет воды
Цвет воды в водоеме определяется путем сравнения цвета воды над
погруженным в водоем белым диском с цветом жидкости в пробирках
стандартной шкалы Фореля—Уле (выпускается заводом гидрометеоро-
логических приборов). При .этом диск опускается на глубину, равную
половине прозрачности воды (в том случае, если глубина водоема неве-
лика, диск следует опускать на условно принятую глубину, например
на 1. м).
Шкала цветов представляет собой набор пробирок (числом 21Д запол-
ненных цветными жидкостями:, сине-желтыми (№№ 1—11) и сине-желто-
коричневыми (№№12^-21). Пробирки закреплены в складной обойме —
деревянном ящике. При определении цвета воды под пробирки в обойму
кладется белая бумага. Цвет воды обозначается номером той пробирки,
цвет которой всего ближе подходит к тону диска, видимого через слой
ВОДЫ. .....'
Вместо описанной стандартной шкалы цветов можно пользоваться
бумажной шкалой Клингзик—Вале.
Температура воды
Температура воды определяется термометрами, которые опускаются
в водоем на ту самую глубину, с .которой берется проба для. химического
анализа. При определении температуры в поверхностных слоях водоема,
пользуются поверхностным термометром в металлической оправе со стака-
нообразным расширением внизу (фиг. 2). При определении температуры
на разных глубинах применяют глубоководные опрокидывающиеся тер-
1 См. также часть .1, гл. .40 этой ’книги.
216
О. А. АЛЕНИН
мометры. Такого рода термометры вставляются в специальную металли-
ческую раму или вкладываются в оправу для термометров, имеющуюся
на опрокидывающихся батометрах (фиг. 3). Как поверхностные, так и
глубинные термометры выдерживают в воде 10 мин. Поверхностный тер-
мометр после вынимают из воды, и отсчет температуры по нему произво-
дят не выливая воды из нижнего расширения оправы. Глубинные термо-
метры, опускаемые на тросе, посыльным грузом перевертываются вместе
с батометром, к которому они прикреплены, а отсчет температуры на них
производят после извлечения батометра из воды.
Фиг. 2. Термо-
метр в оправе
для измерения
температуры
воды у поверх-
ности.
Фиг. 3. Батометр для взятия проб воды с глу-
бин.
а — в заведенном состоянии перед спуском; б — в за-
крытом состоянии.
Обычно глубоководных термометров бывает два — основной и допол-
нительный; отсчет температуры делают по обоим: по основному с точ-
ностью до 0.01° и по дополнительному с точностью до 0.1°.
Для получения истинных значений температуры к показаниям глубо-
ководных термометров вводят поправки: 1) на шкалу по основному и
дополнительному термометрам (согласно свидетельству о поверке, при-
лагаемому к термометру) и 2) редукционную (К) — для учета измене-
ния длины столба ртути за счет разности температур в моменты его от-
рыва и отсчета. Последняя поправка определяется по нижеследующей
формуле:
K = (T + Vol.)-(t-T)-±,
где Т — отсчет по основному термометру; Vol. — объем отрывающегося
столбика ртути при 0° (эта величина приводится в «Свидетельстве о по-
ИССЛЕДОВАНИЕ ФИЗИЧЕСКИХ И ХИМИЧЕСКИХ СВОЙСТВ ВОДЫ
217
верке»); t—отсчет по вспомогательному термометру; —— соединенный
1
коэффициент расширения ртути и стекла, равный
Пример.
По глубоководному термометру с Vol. = 123 были сделаны следующие отсчеты:
по основному термометру.........................18.40°
по дополнительному термометру...................24.7°
Поправки согласно «Свидетельству о поверке» были:
для основного термометра при 18°........................+0.03°
для дополнительного при 20—28°......................—0.1°
Вводим инструментальные поправки и подставляем полученные величины в фор-
мулу для нахождения редукционной поправки К\
1
К = (18.43 4-123) (24.8— 18.43) • 6200 = 0.15°.
Так как температура, измеренная по дополнительному термометру, была выше,
чем по основному, то, очевидно, поправка должна быть отрицательной, т. е. оконча-
тельно будем иметь исправленный результат определения температуры:
Т = 18.40 — 0.15 = 18.25°.
Определение температуры электротермометром
0.
Фиг. 4. Схема электроизмерительно-
го мостика со струнным реохордом.
а—б — струнный реохорд; х — сопротив-
ление исследуемого раствора; Р — рео-
стат . с известным сопротивлением; Т —
прибор, констатирующий наличие тока
(обычно телефон); А — источник перемен-
ного тока (обычно аккумуляторная бата-
рея с прерывателем — зуммером).
При необходимости большого числа повторных определений темпера-
туры воды в одном и том же месте или одновременно в нескольких местах
целесообразно применять электротермометр. Применение электротер-
мометров для измерения температуры
воды основано на свойстве проводника
(чистых металлов: платина, медь и др.)
при прохождении тока изменять свое
сопротивление в зависимости от тем-
пературы. Следовательно, измеряя со-
противление и зная зависимость послед-
него от температуры, можно определить
температуру воды.
Электрический термометр сопротив-
ления построен по обычной схеме рав-
новесного электроизмерительного мо-
ста сопротивления, в котором одно
из плеч, а именно искомое сопротивле-
ние (фиг. 4), вынесено из мостика к ме-
сту измерения температуры. Источни-
ком тока может служить любая батарея
постоянного тока с напряжением от 3.0
до 4.5 в; прибором, регистрирующим
наличие или отсутствие тока в цепи при
компенсации, обычно служит нульгаль-
ванометр. В полевых условиях удобно
применять электроизмерительные мостики с реохордом, тогда соотноше-
ние плеч мостика отсчитывается по линейной шкале, или лимбу,
который может быть проградуирован сразу по температурной шкале. Мос-
тик с гальванометром монтируется в портативный ящик, имеющий вы-
водные клеммы; приемная часть прибора, включающая измеряемое со-
противление, помещается в защитную металлическую гильзу и с помощью
трехжильного кабеля в резиновой оболочке соединяется с регистрирую-
218
О. .А. АЛЕКИН
щей частью прибора — мостиком. Мостик имеет иногда переключатель
для подключения сразу нескольких термометров.
Перед работой мостик должен быть прокалиброван в термостате по
ряду точно установленных температур. Эту калибровку обычно произво-
дят при изготовлении прибора, но в дальнейшем она должна быть прове-
рена в Управлении ио делам мер и приборов. Зависимость между темпе-
ратурой и делениями реохорда дается в виде графика или таблицы.
При измерении температуры воды электрическим термометром сопро-
тивления работа производится в следующем порядке:
1) развертывается кабель приемной части прибора, последняя опу-
скается на необходимую глубину и выдерживается около 10 мин;;
2) подключается к мостику кабель и источник питания;
3) опускается арретир гальванометра, и вращением винта коррек-
тора устанавливается стрелка гальванометра на 0;
4) замыкая ключом или кнопкой цепь питания, передвигают движок
реохорда, добиваясь такого положения, при которомстрелка, гальва-
нометра не отклоняется от ноля. Включение следует производить ко-
роткими нажатиями, во избежание нагрева и искажения результатов;
5) производят отсчет по шкале и по графику или таблице определяют
температуру.
Точность измерения температуры электротермометром может быть
порядка 0.1—0.01° и выше. Как видно из описания, собрать подобный
прибор нетрудно собственными средствами. i
..Электропроводность воды
Электропроводность природной воды зависит от общего содержания
ионов в воде, вида ионов и температуры воды. Поэтому величина электро-
проводности не находится в линейной зависимости от минерализации
и соотношение между этими величинами, будучи более или менее сходным
при одном и том же соотношении ионов, меняется для вод различного
состава. ,
Электропроводность воды целесообразно определять для получения
массового материала, позволяющего выяснить неоднородность -ионного
состава воды водоема. Это имеет значение, например, при изучении про-
цесса смешения вод реки и ее притоков; распределения вод притока в озере
и т. д. Лучше всего электропроводность воды определять непосредственно
в самом водоеме. Так как величина электропроводности сильно зависит
от температуры, изменяясь примерно на 2% при изменении температуры
на 1°, то определение электропроводности должно всегда сопровождаться
измерением температуры. ।
Принцип метода. Для определения электропроводности
(удельной) воды (у) необходимо, измерить обратную ей -величину — удель-
ное сопротивление (р), т. е. сопротивление слоя воды (в омах), между-
электродами, находящимися на расстоянии 1 см друг от друга и имею-
щими площадь по 1 кв. см. Следует иметь в виду, что измерение электрод
проводности непосредственно в водоеме из-за различия силового поля,
создающегося между электродами в сосуде и в водоеме, будет давать
несколько отличные результаты. Однако полученные непосредственным
измерением в водоеме цифры будут сравнимы между собой. :
Применяемые приборы. Для определения электропро-
водности необходимы следующие приборы: ;
ИССЛЕДОВАНИЕ ФИЗИЧЕСКИХ И ХИМИЧЕСКИХ СВОЙСТВ ВОДЫ
219
1. Электроизмерительный мостик со струнным реохордом (выпускаются
промышленностью в виде различных систем). В простейшем случае по-
добным реохордом может служить линейка, деленная на миллиметры,
с туго натянутой манганиновой проволокой, по которой движется сколь-
зящий контакт. При применении линейки необходимо иметь штепсельный
реостат (магазин сопротивлений до 10 000 ом), назначение которого —
получить в мостике плечо с известным сопротивлением.
2. Прибор, регистрирующий наличие тока в цепи, — обычно низко-
омная телефонная трубка.
3. Источник тока — аккумуляторная батарея с напряжением в 4 в.
Так как для определения электропроводности необходим переменный
ток, то аккумулятор служит для питания
прерывателя-зуммера, который дает пере-
менный ток в измерительную цепь.
4. Сосуд для исследуемой воды (фиг.5) —
стеклянный сосуд, снабженный ртутным
термометром с двумя платиновыми элек-
тродами, концы которых выведены через
стекло в стеклянные трубки, наполненные
ртутью. В последнюю опущены проводни-
ки, присоединяющие прибор к общей схеме.
Сосуд должен быть перед употреблением
обработан хромовой смесью и затем тща-
тельно ополоснут водой. Электроды по-
крываются платиновой чернью (электро-
литически осажденной платиной). Для
этого их тщательно очищают от жира кон-
центрированной кислотой,затем хромовой
смесью, после чего многократно опола-
скивают водой. Наливают в сосуд рас-
твор 3°/0-й хлористой платины (с добав-
лением 0.02—0.03 г уксуснокислого
Фиг. 5. Сосуд для измерения элек-
тропроводности.
свинца) и через раствор в течение 10—15 мин. пропускают поп
стоянный ток напряжением 4 в. В течение этого времеци несколько
раз меняют направление тока, причем силу его регулируют так, чтобы
на электродах выделялось только небольшое количество. газов. После
этого сосуд промывают дистиллированной водой, наполняют 1О°/о-й сер-
ной кислотой и для удаления следов хлора снова таким же образом про-
пускают электрический ток. Тщательно промывают электроды и сосуд,
ополаскивают дистиллированной водой и в дальнейшем электроды хра-
нят погруженными в дистиллированную воду. ,
;, При определении электропроводности непосредственно в водоеме1
необходимо иметь возможность погружать электроды как в раствор КС1,
так и непосредственно в воду водоема. Поэтому удобно смонтировать элек-
троды на толстой резиновой пробке (фиг. 6), через которую выведен двух-
жильный провод в резиновой или хлорвиниловой изоляции; длина про-
вода определяется глубиной водоема. Смонтированный подобным обра-
зом электрод при определении емкости сопротивления (см. ниже) встав-
ляется в толстостенную широкогорлую банку с раствором КС1. В этой же
1 Для определения электропроводности в полевых условиях удобно пользоваться
портативными аппаратами типа каппафона или термокаппафона. См.: Г. И. Долгов.
Определение удельной электропроводности в практике водных исследований. М.,
1954. (Примеч. ред.). '
220
О. А. АЛЕНИН
банке электроды сохраняются в нерабочем состоянии в дистиллиро-
ванной воде и транспортируются к месту работы.
Определить величину емкости сопротивления для данных электродов
можно, измерив сопротивление раствора с известной удельной электро-
проводностью (^'). В качестве стандартного раствора с известным сопро-
тивлением употребляется 0.02 и. раствор КС1, который готовится из
высушенного при 300° химически чистого препарата. Для этого отвеши-
вается 0.3727 г КС1, которые растворяются
в дистиллированной воде в мерной колбе до
объема 250 мл. Дистиллированная вода дол-
жна быть дважды перегнанной и сохраняться
в парафинированной склянке без доступа СО2
из воздуха. Значение удельной электропро-
водности 0.02 н. раствора КС1 при разных тем-
пературах определяется величинами:
45
12
40
а
20
25
б
6
6в
- 7
е
&
-17
«0 0^
0°................ 1.522 • 10-з
10 ............... 1.996 • Ю-з
15 ............... 2.243 • Ю-з
18 ............... 2.397 - 10-з
21 ............... 2.553 • Ю-з
25 ................. 2.765-Ю-з
г
В 13
роо
l;0 0l(
ойо
-17
Фиг. 6. Электроды для изме-
рения электропроводности
воды непосредственно вводо-
еме (конструкция Римара).
а, б, в, г, б — детали (а, б, д — из
эбонита, в, г — посеребренная
латунь); е — электрод в собран-
ном виде со шнуром.
Раствором KG1 сначала ополаскивают сосуд
и электроды, а затем уже наполняют им сосуд
так, чтобы электроды были полностью погру-
жены в раствор. Для поддержания постоян-
ства температуры следует сосуд предваритель-
но до начала измерения продержать 10—15 мин.
в термостате или в каком-нибудь сосуде боль-
ших размеров.
Если предполагается измерять электропро-
водность непосредственно в водоеме, то, как
уже указывалось, для раствора КС1 использует-
ся банка,в которой хранятся электроды.
Для измерения сопротивления приключают-
ся источники питания и при замыкании ключа
регулируется зуммер так, чтобы звук его при
замкнутой цепи был бы высоким и одного тона. Из штепсельного рео-
стата вынимается соответствующее сопротивление (при 0.02 н. растворе
КС1 обычно около 150—200 ом). Передвигая рукоятку или скользящий
контакт, добиваются такого положения, при котором в телефоне слышен
звук минимальной силы. При этом надо стремиться к тому, чтобы минимум
интенсивности звука наблюдался при соотношении плеч примерно от 0.25
до 4, т. е. в пределах средней части шкалы; в противном случае следует
изменить сопротивление в штепсельном реостате. При невозможности
установить отчетливое положение движка, при котором наблюдается ми-
нимальная интенсивность звука, следует по обе стороны этого минимума
найти две точки с одинаковой силой звука, стоящие на несколько мм друг
от друга, и взять за результат среднее положение. Повторяют определе-
ние положения минимума звука, не глядя на шкалу, причем за оконча-
тельный результат берут среднее. Полезно повторить определение, изме-
нив сопротивление в штепсельном реостате и произведя расчет для этих
определений отдельно.
ИССЛЕДОВАНИЕ ФИЗИЧЕСКИХ И ХИМИЧЕСКИХ СВОЙСТВ ВОДЫ
221
После окончания определения сосуд и электроды тщательно ополас-
киваются дистиллированной водой и электроды оставляются погружен-
ными в нее.
Зная для данной температуры величину удельной электропроводно-
сти 0.02 и. раствора КС1 — (/), соотношение плеч реохорда —ни вели-
чину сопротивления штепсельного реостата — R', можно рассчитать ве-
личину сопротивления раствора КС1 (ftz) и затем емкость сопротивления
(С):
7Г = а'-Л'; С =
Техника определения. Исследуемую воду наливают в со-
судик, предварительно ополоснув его несколько раз этой водой. При не-
посредственном измерении электропроводности в воде водоема электроды
вынимают из банки и опускают на шнуре на соответствующую глубину.
Дальнейший ход определения сходен с определением «емкости сопротив-
ления», но из-за возросшего по сравнению с раствором сопротив-
ления воды определение положения, соответствующего минимальной
интенсивности звука, здесь будет труднее.
Определив соотношение плеч мостика — а и зная сопротивление штеп-
сельного реостата — R, рассчитываем сопротивление исследуемой воды
между электродами (7?х):
R=a-R.
Отсюда, зная емкость сопротивления для данных электродов (С),
рассчитываем удельную электропроводность исследуемой воды:
F— с
Пример.
При определении емкости сопротивления отсчет по шкале реохорда а—1.12, при
включенном сопротивлении реостата йх'=140 ом. Тогда имеем сопротивление рас-
твора КС1:
Дх=1.12 • 140= 156.8 ом,
откуда емкость сопротивления:
С = 0.002397 • 156.8 = 0.3758.
При определении электропроводности воды найдено: а=1.52 и Дх= 1000 ом,
0-3758 п п
тогда: 7?.,= 1.52 1000=1520 ом, откуда электропроводность воды Е=- .—247.2Х
ХЮ-6 обр. ом.
Химические свойства воды
Определение концентрации водородных
ионов ( pH)
В полевых условиях для определения pH пользуются почти исклю-
чительно колориметрическим методом, однако в последнее время при
исследованиях начали применять переносные установки для электро-
метрического определения pH с помощью стеклянного электрода. По-
ложительной стороной определения pH колориметрическим методом
является простота и скорость определения; к его недостаткам следует
отнести: невысокую точность определения, затруднения, возникающие
222
О. А. АЛЕКИН
при определении pH окрашенных и мутных вод, необходимость введения
солевых поправок и значительная погрешность при очень малой мине-
рализации воды (сумма ионов менее 30 мг/л). К положительным ка-
чествам электрометрического метода со стеклянным электродом по срав-
нению с колориметрическим методом надо отнести: большую точность
определения, возможность вести определение pH независимо от цвета
и мутности воды, отсутствие солевых поправок. Однако электрометри-
ческая установка менее транспортабельна, требует определенных павыков
в обращении, и стоимость ее относительно высока.
Определение pH колориметрическим методом
Из различных имеющихся методов колориметрического определения
pH воды наиболее надежным является метод с буферными растворами.:
Принцип его заключается в том, что если к исследуемой воде прибавить
некоторое количество органического красителя-индикатора, то в зави-
симости от pH воды индикатор примет ту или иную окраску. Полученную
окраску индикатора в исследуемой воде сравнивают с цветной шкалой,,
состоящей из ряда пробирок с растворами, в которые заранее было до-
бавлено такое же количество индикатора и которые имеют определенное
pH. Очевидно, что при совпадении окраски исследуемой воды с окраскоц
раствора одной из пробирок шкалы величины pH их будут одинаковы.
Так как каждый индикатор изменяет свою окраску в резких тонах только
в определенном интервале pH (около 1.5 pH), то для всего диапазона
шкалы приходился применять несколько индикаторов. ,
Для работы на всем диапазоне pH, имеющем значение для природных
вод, удобен следующий набор индикаторов:
Метиловый красный................(4.4—6.0 pH)
. Бромтимоловый синий ..........(6.0—7.6 pH)
, крезоловый красный . ..... ; . , . . .. . . (7.6—8.2 pH)
Тимоловый синий .............. (8.2—9.2 pH)
Для приготовления растворов с устойчивым точным значением pH,
так называемых буферных растворов, в пределах до 7.6 pH обычно при^
меняются фосфатные смеси (Na2HPO4 и КН2РО4), а для более высоких
значений pH борно-боратные смеси (Н3ВО3 и Na2B4O7). Величина pH
каждого буферного раствора устанавливается электрометрическим спо-
собом, с точностью до 0,01—0.02 pH. Подобная шкала, приготовленная
через 0.2 pH, легко позволяет определять интерполяцией значение pH.
до 0.1 pH и при известном навыке — до 0.05 pH.
Приготовление шкал pH является ответственным и сложным делом
и может быть произведено лишь в лаборатории, имеющей установку для
электрометрического определения pH.1
Ход о п р е д е л е н и я. Пробирку, прилагаемую к шкале, ко-
торая должна быть одного и того же стекла и диаметра, как и пробирки
шкалы, ополаскивают 2—3 раза водой, только что извлеченной из ис-
следуемого водоема, и наполняют этой водой до метки, т. е. так, чтобы
1 Шкалы pH с буферными растворами и указанными индикаторами изготовляются,
по заказу в БРИС Государственного гидрологического института (Ленинград, В. О..
2-я линия, д. 23). Необходимо решительно предостеречь от применения шкал Ми-
хаэлиса, имеющих большую кислотную поправку, что влечет к погрешностям при ма-
лой забуференности природной воды.
ИССЛЕДОВАНИЕ ФИЗИЧЕСКИХ И ХИМИЧЕСКИХ СВОЙСТВ ВОДЫ
223
в ней было столько же воды, сколько жидкости в пробирках шкалы
(обычно 10 мл). Затем в пробирку быстро добавляют пипеткой, прила-
гаемой к шкале, раствор индикатора в количестве, указываемом для
каждой шкалы (0.2—0.5 мл), затыкают пробирку пробкой, осторожно
перемешивают содержимое пробирки двоекратным перевертыванием (не
встряхивая) и затем сравнивают установившуюся в воде окраску с ок-
раской раствора в пробирках шкалы того интервала, для которого пред-
назначен прилитый в пробирку индикатор. Если окраска в пробирке
с водой выходит за пределы диапазона шкалы для данного индикатора,
то определение повторяют) взяв другой пипеткой соседний индикатор.
Сравнение окрасок следует производить в тени или при рассеянном
солнечном свете, так как при прямых солнечных лучах градации тонов
менее различимы и шкала
быстро портится.
Если окраска исследуе-
мой воды совпадает с окрас-
кой одной из пробирок шка-
лы, то pH исследуемой воды
считают . . соответствующим
значению; pH, указанному
на данной пробирке. Если
же цвет воды в пробирке
является промежуточным ме-
жду .двумя пробирками, то
значение pH находят интер-
поляцией. Для лучшего улав-
ливания тонов пробирки сле-
дует . рассматривать на про-
свет на белом фоне, держа
Фиг. 7. Компаратор для колориметрического
определения pH при естественной окраске воды.
их перед'собой на расстоянии 25 см в слегка наклонном положении.
Указание о количестве добавляемого индикатора следует соблюдать
очень строго, в противном случае получается неправильный результат
определения. , . > •
Природная вода часто обладает настолько сильной желтой окраской,
что затрудняется прямое определение pH колориметрическим методом.
В этом случае следует компенсировать окраску воды с помощью компа-
ратора (фиг. 7). Дл:я этого во второй вертикальный ряд компаратора
в среднее гнездо вставляется пробирка с исследуемой водой и добавленным
индикатором, а по краям — две пробирки шкалы, наиболее близкие
к ней по тону окраски. Затем в первый ряд в середину вставляют про-
бирку с дистиллированной водой, а по краям , перед пробирками шкалы
вставляют пробиркй с исследуемой водой, но без индикатора. Рассматри-
вание тона окрасок производят через горизонтальные отверстия. Это
компенсирование приходится применять лишь при интенсивной окраске
(цветность выше 100°), при слабой же окраске яркость цветов шкалы
позволяет пренебречь этим обстоятельством.
Для получения точных результатов, кроме того, необходимо опре-
делить температуру буферных растворов шкалы и температуру иссле-
дуемой воды в момент сравнения ее окраски со шкалой. Температуру
буферов определяют по термометру, находящемуся в пробирке с водой
в. ящике шкалы. Для определения температуры воды наливают одновре-
менно две пробирки: в одну вставляют небольшой термометр, а в другой
производят определение pH.
224
О. А. АЛЕКИН
Вычисление результатов. В результат определения pH,
полученный из сравнения со шкалой, следует ввести «солевую» и темпе-
ратурную поправки.
Солевая поправка вводится в зависимости от величины суммы ионов,
которая должна быть известна для воды. При неполном анализе для
Величины солевых поправок
Таблица 1
Минера- лизация (в мг/л) Индикатор Минерали- зация (в мг/л) Индикатор
бромтимо- ловый синий крезоловый красный брОМТИМО' левый синий крезоловый красный
50 +0.21 +0.27 800 +0.12 +0.02
100 +0.20 +0.15 900 +0.11 +0.01
200 +0.18 +0.10 1000 —0.11 0.00
300 +0.17 +0.08 1500 --0.09 -0.015
400 +0.15 +0.06 2000 +0.08 —0.03
500 +0.14 -j-0.05 2500 +0.06 —0.05
600 +0.13 +0.04 3000 --0.05 —0.06
700 +0.12 +0.03
маломинерализованных вод (сумма ионов ниже 200 мг/л) сумму ионов
можно приблизительно вычислить, умножив содержание НСОз на коэффи-
циент 1.4. При минерализации воды до 3 г/л можно пользоваться вели-
Таблица 2
Величины солевых поправок
Минера- лизация (в Г/л) Поправка pH Минерали- зация (в г/л) Поправка рн
3 +0.01 15—16 -0.15
4 —0.02 17—18 —0.16
5 —0.05 19—21 —0.17
6 —0.07 22—24 —0.18
7 —0.09 25—27 —0.19
8 —0.11 28—31 —0.20
9—10 —0.12 32—39 -0.21
11—12 —0.13 40 —9.22
13—14 —0.14 50 —0.24
60 —0.26
чинами солевых поправок,
приводимыми в табл. I.1
При большей минерали-
зации для индикаторов ти-
молового синего и крезоло-
вого красного можно поль-
зоваться поправками, приве-
денными в табл. 2. Указанные
поправки следует алгебраи-
чески сложить с полученным
по шкале значением pH.
Введение солевых попра-
вок в результат определения
pH маломинерализованных
(менее 30 мг/л) и потому
малозабуференных вод дает
ненадежные результаты.
Кроме солевых поправок,
при точных определениях pH
в полученные результаты после введения солевой поправки следует ввести
температурные поправки, учитывающие изменение pH буферного раствора
и исследуемой воды под влиянием температуры. В результате введения
1 Величины солевых поправок, приводимые в табл. 1 для крезолового красного,
применимы только для борноборатных буферов без добавления раствора NaCl. Если
применяются буфера с NaCl, то величины поправок, приводимые в таблице, должны
быть увеличены на 0.07.
ИССЛЕДОВАНИЕ ФИЗИЧЕСКИХ И ХИМИЧЕСКИХ СВОЙСТВ ВОДЫ
225
Таблица 3
Отклонение потенциала насыщенного каломельного элек-
трода от потенциала при 18°
этих поправок температура буферных растворов привязывается к стан-
дартной температуре 18°, а температура воды к той, которая наблюдалась
в момент взятия пробы воды в водоеме.
Расчет этой температурной поправки производится по формуле:
^ = ^-i8) + ^-q,
где tb — температура буфера в момент определения pH (измеряется
температурой воды в пробирке, хранящейся в ящике со шкалой); tw —
температура исследуемой воды в момент взятия пробы (определяется
по термометру при батометре); tw — температура испытуемой воды при
•определении pH (строго говоря, должна определяться непосредственно
в пробирке с исследуемой водой или аналогичной пробирке с исследуемой
водой, в которую не прилит индикатор, однако без значительной погреш-
ности в этом случае нельзя обойтись, так как масса термометра слишком
велика относительно массы воды; рациональнее поэтому, несколько раз
ополоснув пробирку исследуемой водой, быстро произвести определение
и считать tw—twy, 18° — стандартная температура, при которой обычно
производится определение pH буферных растворов; 6 и р — эмпирические
коэффициенты, характеризующие изменение pH буфера и воды (судя
по окрдске индикатора) при изменении температуры воды на 1°. Эти
коэффициенты для индикаторов тимолового синего, крезолового красного,
•фенолового красного и бромтимолового синего при боратных буферах
(согласно С. В. Бруевичу и Б. А. Скопинцеву) следующие:
pH S pH S 3
7.6 +0.0063 0.0000 8.2 -| -0.0032 —0.0017
7.7 +0.0058 —0.0002 8.3 -0.0027 —0.0020
7.8 1-0.0053 —0.0005 8.4 - -0.0022 —0.0023
7.9 -0.0048 —0.0008 8.5 - -0.0017 -0.0026
8.0 -0.0043 —0.0011 8.6 - -0.0012 —0.0029
8.1 +0.0038 —0.0014 8.7 - -0.0007 —0.0032
Найденная температурная поправка (Др) алгебраически складывается
с величиной pH, найденной по шкале.
Пример.
При сравнении окраски испытуемой воды со шкалой найдено: рН=7.85, £«==24°,
tw=6°, tw' = 10°.
По приведенной выше формуле находим поправку:
Др = 0.005 (24 — 18) — 0.00065 (6 — 10) = 0.03.
15 Жизнь пресных вод, т. IV, ч. 2
226
О. А. АЛЕНИН
Определение pH стеклянным электродом
Принцип метода. Использование стеклянного электрода для
измерения концентрации водородных ионов основано на том, что вели-
чина возникающей на границе между поверхностью стекла и раствором
разности потенциала меняется закономерно в зависимости от величины
активности водородного попа в растворе. Таким образом, опустив стек-
лянный электрод в раствор с какой-либо концентрацией водородных
ионов, можно получить электрод с определенным электродным потен-
циалом. Элемент, составленный из стеклянного и стандартного кало-
мельного электродов, включается в потенциометрическую схему, с помощью
которой измеряется электродвижущая сила этого элемента. Измерив
ее и зная величину потенциала стандартного каломельного элек-
трода, можно определить потенциал стеклянного электрода, величина ко-
торого будет зависеть от концентрации водородных ионов в воде.
Вследствие высокого сопротивления стенок стеклянного электрода
сила тока в цепи крайне мала, и для фиксации тока необходимо или при-
менять очень чувствительный нуль-прибор, или создавать усиление
в случае использования менее чувствительного гальванометра. В лабо-
раторных условиях пользуются высокочувствительными электрометрами
(до 10~12 а) Комптона или Долежалика, описанными в ряде руководств
и пособий. В полевых условиях применение подобных электрометров
невозможно, и определение pH поэтому производится только с усилением,
создаваемым ламповыми потенциометрами.
Изготовление стеклянных электродов. Стек-
лянные электроды приготовляются из специального легкоплавкого стекла
(например, Юза). По форме они обычно бывают или в виде стеклянной
трубки с выдутым на конце шариком-бульбой (фиг. 8, Л), или в виде
стеклянной трубки, один конец которой запаян тончайшей стеклянной
пленкой (фиг. 8, Б). Первый вид электрода, называемый бульбой, изго-
товить легче; при этом надо стремиться к тому, чтобы при сравнительно
небольшом размере выдутого шарика (диаметр 15—25 мм) у него полу-
чились очень тонкие (до 0.001 мм) стенки.
Для приготовления второго вида стеклянного электрода выдувают
пузырь с очень тонкими стенками (так, чтобы в результате интерференции
наблюдалась окраска стекла). Затем, разогрев кончик стеклянной трубки
до красного каления, дотрагиваются им до выдутой пленки стекла, делая
одновременно ртом легкое присасывание. Полученные электроды обоих
видов следует перед употреблением вымочить, опустив на 10 дней
в 0.1 н. раствор НС1, который следует залить и внутрь электродов. Если
электроды дают течь, то, разумеется, они негодны для употребления. Обыч-
но электроды типа бульба служат для работы более продолжительное время.
Вымоченный электрод монтируют следующим образом. Заливают
в пего с помощью капиллярной стеклянной трубочки 0.1 н. раствор НС1
так, чтобы была заполнена вся бульба. В раствор НС1 опускается впаян-
ный в стеклянную трубку хлорсеребряный электрод (серебряная про-
волока, покрытая электролизом серебром и затем подвергнутая действию
С1 при электролизе в качестве анода), который в трубке посредством
ртутного контакта соединяется с проводником. Стеклянный электрод
при работе погружается непосредственно в исследуемый раствор, ко-
торый с помощью наполненного насыщенным раствором КС1 сифона
соединяется через промежуточный раствор со стандартным каломельным
электродом (фиг. 9).
ИССЛЕДОВАНИЕ ФИЗИЧЕСКИХ И ХИМИЧЕСКИХ СВОЙСТВ ВОДЫ
227
Калибрация стеклянного электрода. Перед
работой стеклянный электрод должен быть предварительно прокалибро-
ван, т. е должна быть установлена зависимость между величиной раз-
ности потенциалов элемента, измеряемой потенциометром, и величиной
pH исследуемого раствора. Это выполняется путем измерения электро-
движущей силы элемента, составленного из каломельного и стеклянного
электродов при погружении последнего в буферные растворы, величина
pH которых точно известна. Такие растворы с точно определенной ве-
личиной pH можно приготовить следующим путем:
ных электродов.
А — электрод с бульбой;
Б — электрод с запаянным
концом, а — тончайшая сте-
клянная пленка,припаянная
на конце трубки; б — хлор-
серебряный электрод; в —
0.1 н. раствор НС1; г — стол-
бик ртути для контакта;
д — медная проволока.
Фиг. 9. Элемент, составленный из стандартного кало-
мельного электрода и стеклянного электрода.
1 — каломельный электрод: а — раствор КС1; б — паста из
Hg2Cl2; в — металлическая ртуть; г — платиновая проволока,
впаянная в стекло и осуществляющая контакт. 2 — сосуд для
промежуточного раствора; 3 — сифон с раствором КС1; 4 — со-
суд с исследуемым раствором; б — стеклянный электрод.
1) 0.025 м. раствор буры, имеющий pH 9.24 (18°), приготовляется
растворением перекристаллизованной (см. определение НСО'3) буры
(Na2B4O7-10H2O) в дистиллированной воде с доведением объема до 1 л
(4.7679 г).
2) Смесь 1/30 м. раствора КН2РО4и 1/30м. раствора Na2HPO4, имеющаярН
6.82 (18°), приготовляется растворением 4.539 г КН2РО4и 5.938 г Na2HPO4
в дистиллированной воде с доведением объема до 1 л. Соль КН2РО4 дважды
перекристаллизовывается и сушится при температуре 110° до постоянного
веса. Для получения Na2HPO4-2H2O продажная соль (Na2HPO4- 13Н2О)
перекристаллизовывается и сушится на воздухе в течение двух недель.
3) Раствор Вейбеля, имеющий pH 2.038, приготовляется растворением
в дистиллированной воде 100 мл точно 0.1 н. НС1 и 6.71 г хим. чист. КС1
с доведением общего объема до 1 л.
Величины pH первых двух буферных растворов несколько меняются
в зависимости от температуры:
10°
Раствор буры...............9.30
Фосфатная смесь............6.84
14° 18° 22° 26° 30° 34°
9.27 9.24 9.21 9.18 9.15 9.13
6.83 6.82 6.81 6.80 6.80 6.79
15*
228
О. А. АЛЕКИН
Таблица 4
Изменение pKj в зависимости от укло-
нения температуры от 18°
t° ApAi t° ДрА!
0 0.137 16 0.014
2 0.120 18 0
4 0.104 20 —0.014
6 0.088 22 —0.025
8 0.073 24 —0.036
10 0.058 26 —0.046
12 0.043 28 —0.057
14 0.028 30 —0.067
и
Зависимость между величиной электродвижущей силы каломельно-
стеклянного элемента, измеряемой потенциометром, и величиной pH ис-
следуемого раствора должна быть линейной (каждые 2 pH примерно
соответствуют 57 мв, поэтому достаточно трех точек, чтобы построить линию
калибрации электрода, откладывая на оси ординат pH, а на оси абсцисс
милливольты. Если точки не ложатся на прямую (в пределах 1—2 мв),
то, очевидно, где-то допущена погрешность. Каждый электрод имеет
свой калибровочный график, но с течением времени зависимость может
меняться, поэтому проверку электрода следует производить системати-
чески.
Техника определения. При наличии [прокалиброванного
стеклянного электрода определение pH не представляет затруднений и
занимает немного времени. Для этого
в стаканчик наливается исследуемая
вода, в нее опускается предвари-
тельно ополоснутый дистиллирован-
ной или еще лучше исследуемой водой
электрод, и стаканчик соединяется с
помощью сифона, содержащего насы-
щенный раствор КС1, с каломельным
электродом. После этого производят
определение электродвижущей силы
элемента обычными приемами, приме-
няемыми при использовании потен-
циометрической установки.
Ламповые потенциометры имеют
самые различные схемы и конструк-
ции.1
Для питания лампового потенцио-
метра необходимо иметь высоковольт-
батарею 2—4 в. Кроме того, для компенсации
ную батарею 40—80 в
потенциометра необходим стандартный элемент (типа Вестона).
Температурные поправки при определении pH природной воды стеклян-
ным электродом еще не разработаны. Аналогично с приемом введения их
при колориметрическом определении следует вводить две основные
поправки: 1) на отклонение потенциала стандартного электрода за счет
изменения температуры от стандартной (18°) и 2) за счет температурного
изменения первой константы угольной кислоты (Кх), привязывая ее к усло-
виям температуры взятия пробы воды. Первая поправка вводится по сле-
дующей формуле (в милливольтах):
Е18 —251 — Де,
где Де — температурная поправка на изменение потенциала каломель-
ного электрода, находимая по табл. 3. Вторую поправку следует вводить
в величину pH, привязывая ее к температуре в момент взятия пробы:
рН<я, = рНг„ — [(Др Aj)to — (ДрА^].
где pHz/(0 — величина’рН при температуре в момент определения; (ДрА'1)йг,
и (ДрА^^ — отклонения рАх (показателя степени константы) от ее вели-
чины при 18° соответственно для температур в момент взятия пробы (tlv)
и в момент определения (t'J, находимые из табл. 4.
1 Например, ЛП-5 (pH-метр). (Цримеч. ред.).
ИССЛЕДОВАНИЕ ФИЗИЧЕСКИХ И ХИМИЧЕСКИХ СВОЙСТВ ВОДЫ
229
Определение двуокиси углерода
Определение двуокиси углерода можно производить двумя спосо-
бами: прямым и косвенным (путем расчета).
Определение двуокиси углерода
гп р я м ы м м е т о д о м
Принцип метода. Прямое определение двуокиси углерода оснр-
вано на том, что приливаемые к воде щелочи (NaOH или Na2CO3) коли-
чественно связывают двуокись углерода по уравнению:
N а,СО3 + СО2 + Н2О = 2NaHCO3.
Конечным пунктом титрования считают pH около 8.3—8.4, при кото-
ром количеством СО2 можно практически пренебречь. Хорошим индика-
тором для этого диапазона является фенолфталеин, имеющий, при pH
выше 8.3 розовую окраску. ; . =
Недостатком метода прямого определения СО2 является то обстоятель-
ство, что одновременно с СО2 титруются и слабые органические кислоты,
присутствующие в водах с болотистым питанием, а также осаждаются
некоторые катионы (Ga-, Mg", Fe-") при их значительном содержании.
Указанные недостатки, а также небольшой объем раствора, идущий
на титрование (десятые доли миллилитра), делают это определение весьма
неточным, и погрешность определения может достичь значительных раз-
меров, особенно при значениях pH, близких к 8.0—8.2.
Поэтому определение СО2 прямым методом производится только в том
случае, если исследуемая вода удовлетворяет следующим условиям:
1) имеет общую минерализацию не более 1 г/л; 2) имеет общую жесткость
не более 10 мг-экв.; 3) не содержит значительного количества гумино-
вых кислот (не окрашена в желтый цвет); 4) содержит железа не более
3 мг/л.
Ход определения. Только что извлеченную воду переливают
из батометра при помощи резиновой трубки, надетой на кран, в мерную
колбу на 200 мл, а при зачерпывании воды сосудом — по принципу си-
фона. Необходимо при этом опускать; трубку до дна колбы и избегать
появления пузырьков воздуха. Устанавливают уровень воды в колбе
точно по метке и приливают 2 мл раствора фенолфталеина, после чего
содержимое колбы перемешивается осторожным перевертыванием колбы,
заткнутой пробкой. Если при этом вода в колбе принимает розовую окраску
более интенсивную, чем у минерального стандарта, то отмечается, что
СО2 нет, й в воде определяется СО3 (см. ниже); если же вода остается бес-
цветной, то в ней необходимо определить СО2. Для этого титруют раство-
ром Na2CO3 (0.02—0.05 н.) до тех пор, пока исчезающая вначале окраска
не станет устойчивой и жидкость примет чуть розовый оттенок, сохраняю-
щийся в течение 5 мин. Тон этого оттенка легче всего установить, если
титровать до стандартной окраски, которую имеет минеральный стан-
дарт (см. ниже), налитый в такую же колбу. Титровать следует осторожно,
небольшими порциями (по 3—4 капли), прибавляя под конец по одной
капле и перемешивая (но не взбалтывая) содержимое колбы после каждого
приливания.
Если в течение 5 мин. розовая окраска не изменилась, производят
отсчет по бюретке и повторяют все определение заново, с той лишь разни-
230
О. А. АЛЕКИН
цей, что приливают весь раствор Na2GO3 сразу, в количестве несколько
меньшем, чем то, которое пошло на титрование, и затем дотитровывают
пробу окончательно до стандартной окраски. При сохранении окраски
в течение 4—5 мин. считают определение законченным, производят отсчет
по бюретке и записывают результат.
Если исследуемая вода имеет естественную окраску, мешающую опре-
делению, то следует применять стандарт, приготовленный на исследуемой
воде, и в этом случае конечным пунктом титрования будет пе розовая
окраска, а промежуточная, желтовато-розовая, определяемая по стан-
дарту.
Для определения СО2 в воде рек и озер при содержании до 10 мг/л
следует применять 0.02 н. раствор Na2CO3 и бюретку с делениями в 0.01 мл,
наполняемую раствором через нижний конец, а при большем содержа-
нии — 0.05 н. раствор Na2GO3 и бюретку на 5—10 мл с делениями через
0.05 мл. Если при приливании Na2CO3 вода начинает мутнеть (большая
жесткость или значительное содержание железа), то следует определе-
ние повторить заново, добавив в колбу (после того как в нее налито 200 мл
воды) 1 мл раствора сегнетовой соли.
Вычисление результатов. Количество Na2COs, израсхо-
дованное при втором титровании, эквивалентно содержанию СО2 в дан-
ном объеме воды. Если известно, что 1 мг-экв. Na2COs в данной реакции
эквивалентен 44 мг СО2, то, пересчитывая на 1 л воды, имеем:
, , юоо гг. ,
х= 44 • н. • п • -у- мг ЕО2/л,
гден. — нормальность данного раствора Na2COs, п — миллилитры раствора
Na2GOs, V — объем взятой на определение воды. При Е=200 мл для точно
0.02 н. раствора Na2CO3 формула может быть упрощена:
ж = 4.4-и мг СО2/л.
Вычисление ведется до 0.1, свыше 100 мг/л — до 1.0. мг.
Пример.
При титровании 200 мп воды пошло 1.25 мл точно 0.02 н. раствора Na2CO3;
тогда имеем:
х = 4.4 • 1.25 = 5.5 мг СО2/л.
Применяемые растворы. 1. 0.02 н. раствор Na2GO3 приго-
товляется из высушенного при 270° Ка2СО3, навеска которого в 0.424 г
растворяется в дистиллированной воде в мерной колбе до объема
200 мл. Желательно дистиллированную воду перед этим прокипятить
и остудить. Если вес навески не 0.424 г, а а г и растворена она
в колбе объемом V мл, то нормальность раствора определится по
формуле:
_ а 1000
Н’ — 106 • V ‘
2. 0.1°/0-й раствор фенолфталеина приготовляется растворением
0.100 г хим. чист, фенолфталеина в 100 мл чистого этилового спирта.
3. Раствор минерального стандарта приготовляют так: отвешивают
2.000 г СоС12 6Н2О и 2.000 г CuSO4 • 5Н2О и растворяют в мерной
колбе объемом 200 мл, добавляют 2 мл раствора НС1 (уд. в. 1.19) и
ИССЛЕДОВАНИЕ ФИЗИЧЕСКИХ И ХИМИЧЕСКИХ СВОЙСТВ ВОДЫ
231
затем доводят объем раствора до метки. Этот раствор является за-
пасным стандартным раствором. Перед определением из запасного стан-
дартного раствора приготовляется рабочий стандартный раствор путем
разбавления первого в 10 раз. Для этого в мерную колбу объемом
в 200 мл отмеривается пипеткой 20 мл запасного стандарта и колба
доливается до метки исследуемой водой.
4. Раствор сегпетовой соли (KNaC4H4O6) приготовляется растворе-
нием 50 г KNaC4H4Oe в дистиллированной воде до объема в 100 мл.
Посуда: 1) бюретка на 2 мл — 1 (приготовляется из микропипетки
на 2 мл с делениями через 0.01 мл путем соединения стеклянного наконеч-
ника с зажимом: микропипетку следует выбрать толстостенную); 2) бю-
ретка на 5—10 мл — 1 (при большом содержании СО2); 3) пипетка на 2 мл —
1; 4) пипетка на 1 мл — 1; 5) колбы мерные на 200 мл с резиновыми проб-
ками — 2 (выше метки должно помещаться еще около 5—10 мл).
Вычисление СО2 по pH и НСО3
Определение СО2 косвенным путем — расчетом производится при на-
личии данных о величине pH и содержании НСО3, в случаях: 1) если ми-
нерализация воды не превышает 50—100 мг-экв. (около 4000 мг/л); 2) при
отсутствии в воде значительных количеств окрашенных органических
веществ (болотистые воды с низким pH); 3) при pH не выше 8.3.
Расчет основан на первой ступени диссоциации угольной кислоты;
второй ступенью диссоциации ввиду ее незначительности можно для дан-
ных целей пренебречь. Из уравнения первой степени диссоциации сле-
дует:
аН- • ГНСО'1
[Н2со3]=[со2] = — .l10-7-~
мли, переходя к мг/л:
мг СО2/л = h . • Ю-РаН’+7 • / • НСО'
z 61 • 3.04 ' 3
Вычисление содержания СО2 в мг/л по данному уравнению удобно
производить прй помощи номограммы (фиг. 10), на одной шкале которой
отложена величина / • НСО3, на другой значение раН’ и на третьей —
искомое содержание СО2 в мг/л. Постоянные величины учтены при состав-
лении номограммы и при вычислении не принимаются во внимание.
Величину коэффициента активности берут из табл. 5, где приводится
ого значение в зависимости от ионной крепости раствора. Величина
ионной крепости воды может быть в зависимости от концентрации
отдельных ионов (cv с2, с3... си — в молях/л) и их заряда (zz, z|
z|... z£) рассчитана по уравнению:
/7==C1-Z! + C2-Z2 + C3,ZI+--- +Cn'Zn-
Однако проще можно рассчитать ионную крепость по графику (фиг. 11),
па котором приведена зависимость ионной крепости от суммы ионов в воде
в мг/л. Этот график дает вполне удовлетворительные результаты нахожде-
ния ионной крепости для большинства пресных вод с минерализацией
до 1000 мг/л с обычным ионным составом. Нельзя прибегать к нему
только при высоком содержании SO" (свыше 30% мг-экв.).
path* pHp+a.(18- tv)+ 0.04
f'-НСО^мг/о
-т-Ю
pati'
--5.0
мг С02/я
300rr
2M~'-
20
30
-'-40
-'-50
-'-60
--70
-.-80
~.t90
--100
--120
2-140
-.-180
--200
^850
2 1-400
У-500
'--600
-'-700
--800
--900
- -1000
-'-1200
2'-1400
- -1600
--1800
-:'-2000
'-.12500
£-3000
Фиг. 10. Номограмма для расчета двуокиси углерода (СО2) по НСОд.
и pH.
1 — для воды при SO4 до 15% мг-экв.; 2 — при So'4' в пределах 15—30% мг-экв.
ИССЛЕДОВАНИЕ ФИЗИЧЕСКИХ И ХИМИЧЕСКИХ СВОЙСТВ ВОДЫ
233'
Величина раН‘, т. е. отрицательного логарифма активности водород-
ного иона, отнесенного к температуре взятой пробы воды, к которому
прибавлена поправка на изменение константы угольной кислоты (ДрА"1),
вычисляется по следующему соотношению:
раН* = pH + а (18 —t„.) + 0.04 : Др^,
(2)
где pH — величина pH воды, в которую введена температурная (см.
определение pH) и солевая поправки; а(18 — tj — поправка на измене-
ние константы индикатора при колориметрическом определении pH
от 18° до температуры в момент взятия пробы (Q, с введением которой
pH приводится к условиям взятия пробы воды; а — величина темпера-
турного коэффициента для индикаторов тимолблау (0.009), крезолового
красного (0.008), фенол красного и бромтимолового синего (0.007);
0.04 — разность между активностью водородных ионов (раН’) и концен-
трацией водородных ионов (pH); ЬрКг — температурное изменение вели-
чины показателя константы первой ступени диссоциации угольной кислоты,
которое можно найти из табл. 4. Величину раН*, определяемую уравне-
нием 2, можно легко найти с помощью графика (фиг. 12), на котором при-
ведена зависимость <7рн (т. е. сум-
мы последних членов уравнения
2) от температуры воды в момент
взятия пробы.
Таким образом, для вычисления
СО2: 1) определяют по уравнению (1)
ионную крепость (или находят ее
по графику на фиг. 11); 2) находят
по ионной крепости в табл. 5 вели-
чину /; 3) умножают содержание в ис-
следуемой воде НСО'3 (в мг/л) на /;
4) рассчитывают раН' по формуле (2)
или с помощью графика на фиг. 12;
5) откладывают на соответствующих
осях номограммы величины раН’и/X
X НСО'3, соединяют полученные точки
по линейке и на пересечении прямой
со шкалой СО2, отсчитывают иско-
мое содержание СО2.
Таблица 5
Изменение коэффициента активности
в зависимости от ионной крепости
Ионная крепость Г Ю-з Коэффи- циент актив- ности Ионная крепость Г Ю-з Коэффи- циент актив- ности
2 0.97 30 0.89
4 0.96 40 0.87
6 0.95 50 0.86
8 0.94 60 0.85
10 0.935 70 0.84
12 0.93 80 0.83
14 0.92 90 0.82
16 0.92 100 0.81
18 0.91 110 0.80
20 0.91 120 0.79
Пример.
Анализ воды с pH, равным после введения солевой и температурной поправок:
7.88, дал следующие величины отдельных ингредиентов (в мг/л):
Са"
Mg"
Na-
47.5 НСО3 . .............170.8
19.7 SO4 ....................... 71.6
34.5 Cl' ............................ 38.3
Температура воды в момент взятия пробы (tw) равна 4°. Ионная крепость воды,,
соответственно сумме ионов 382.4 мг/л, равна по графику (фиг. 11) 16.0, а следова-
тельно; руководствуясь табл. 5, находим /=0.92. Тогда /.,НСО'3=170.092=156.4.
По графику (фиг. 12) определяем ^рИ, которая при Zw=6° равна 0.212. Следовательно,
раН-=7.88+0.212=8.09.
234
О. А. АЛЕНИН
Отложив величины /-НСОд (156.4) и раН‘ (8.09) на шкалах номограммы, находят
на пересечении прямой с третьей шкалой содержание СО2, равное 3 мг/л.
Фиг. 12. График расчета йрН в зависимости от температуры воды в момент
взятия пробы.
йрН = а (18 — ta) + 0.04 + ЬрК.
Определение карбонатного иона
Определение СО" можно производить или непосредственно — прямым
определением, или косвенным методом — расчетом.
Определение карбонатного иона
прямым методом
В том случае, когда исследуемая вода имеет pH выше 8.3 (прибавле-
ние фенолфталеина вызывает окраску), в пробе определяют СО" путем
титрования НС1 до^рН 8.3, ниже которого содержанием СО" можно пре-
лебречь:
СО" + НС1 = НСО; + С1'.
Определение СО" прямым методом не следует производить при значи-
тельной минерализации воды (более 2—3 г/л), так как уменьшение коэффи-
циента активности иона СОд при увеличении минерализации воды вызо-
вет сдвиг карбонатного равновесия и при pH ниже 8.3 будет содержаться
уже значительное количество иона СО3.
Ход определения. Если в воде с фенолфталеином (см. определе-
ние СО2) появилась розовая окраска, то пробу воды титруют по каплям
0.05 н. раствором НС1 совершенно аналогичным образом, как и при
определении СО2, до тех пор,, пока жидкость не примет переходного
розового цвета,, совпадающего с цветом минерального стандарта. Бю-
ретка при этом применяется такая же, как и при определении СО2.
ИССЛЕДОВАНИЕ ФИЗИЧЕСКИХ И ХИМИЧЕСКИХ СВОЙСТВ ВОДЫ
235
Вычисление результатов. В данной реакции ион СО" пере-
водится в ион НСО', следовательно, молекулярная концентрация его
равна эквивалентной. Очевидно, что 1 мг-экв. НС1 в данной реакции
равен 60 мг СО". Содержание СО" по результатам определения вычис-
ляется по формуле:
___ /?/Л 1000 f :
ж = 60 • /г • и. мг СО,/л,
V ’ч
где н.—нормальность раствора HCI; п — миллилитры раствора НС1,
пошедшие на титрование; V — объем воды, взятой для определения,
т. е. в данном случае 200 мл. Вычисление производится с точностью
до 0.1 мг/л.
При применении 0.05 н. раствора НО и объема воды 200 мл фор-
мула расчета упростится:
х = 15 • п мг СО"/л.
Пример.
На титрование 200 мл исследуемой воды пошло 0.55 мл раствора НС1 с нор-
мальностью 0.05 н.
Имеем:
а: =15 • 0.55 = 8.3 мг СОд/л.
Применяемые растворы: .1. 0.05 н. раствор НС1 приготов-
ляется разведением 4.2 мл хим. чист, концентрированного раствора НС1
(уд. в. 1.19) дистиллированной водой в мерной колбе на 1 л до метки;
полученный раствор лишь приблизительно 0.05 н., и его необходимо
проверить по точному раствору Na2B4O7 совершенно аналогично тому,
как это описано для определения нормальности раствора НС1 при
определении НСО] (см. стр. 273).
2. 0.1 %-й раствор фенолфталеина, тот же, что и для определения СО2.
3. Раствор минерального стандарта, тот же, что и для определения СО2.
Посуда: 1) бюретка на 2 мл с делениями через 0.01 мл — 1 (изго-
товляется из микропипетки); 2) пипетка на 2 мл — 1; 3) колбы мерные
на 200 мл с резиновыми пробками — 2 (выше метки должно помещаться
-еще около 5—10 мл жидкости).
Вычисление карбонатного иона по pH
и щелочности
Содержание карбонатного иона может быть рассчитано исходя из рав-
новесия карбонатной системы в речной воде. Используя уравнение вто-
рой ступени диссоциации угольной кислоты
«Н- /" . [СО"] _
/' [НСО']
и-уравнение, определяющее величину щелочности (Л),
а = нсо; + гео;,
можно вывести следующую зависимость содержания СО" от величины
щелочности и активности водородного иона:
А • Ki
t"
-р • аН
236
О. А. АЛЕКИН
Учитывая, что коэффициент активности двухзарядного иона — /"
по величине равен коэффициенту активности однозарядного иона в чет-
вертой степени, т. е. /"=(/')4, несколько преобразуем выражение иг
подставляя в него значение константы равновесия К2 (4.10-п), получим,
для содержания СО" следующую расчетную формулу:
[С°з]-2 + /з.0.,^0П-Ран^
где А — величина общей щелочности, выраженная в мг-экв., опреде-
ляется обычным образом (см. определение НСО3 на стр. 272); /— коэф-
фициент активности однозарядного иона, может быть найден по табл. 5'
в соответствии с величиной ионной крепости Г, которая в свою оче-
редь находится в зависимости от величины суммы ионов в воде, и
определяется с помощью графика (фиг. 11); раН" — величина pH воды,,
которая после введения температурной и солевой поправок (см. стр. 224—
225), переведена в активность и отнесена к условиям в момент взятия
пробы воды. Для этого pH пересчитывается в раН" по формуле:
раН" = рН Д-а(18 — Д) + 0.04 + Др#2, (2>
аналогичной, как видно, формуле (2) при определении СО2 (стр. 233),.
с той лишь разницей, что вместо АрА\ здесь Ap/f2, т. е- изменение степени
показателя 2-й константы диссоциа-
ции угольной кислоты, величину ко-
торой можно взять из табл. 6. .
Для пересчета величины СО3", по-
лученной по данной формуле в мил-
лимолях, в мг/л надо умножить по-
лученный результат на 60.
Расчет СО3" по pH и щелочности
применим для вод с минерализацией
не выше 4 г/кг. По сравнению с ме-
тодом прямого определения он имеет
то преимущество, что позволяет рас-
считывать величину СО3" при любом
pH, в то время как, разумеется, при
прямом способе определение содер-
жания СО3" при pH ниже 8.3 невоз-
можно. Между тем содержание CO3'f
эсть воды карбонатом кальция (см-
отр. 296).
Пример.
Вода со щелочностью 2.80 мг-экв. имеет минерализацию, равную 382.4 мг/л, pH
после введения температурной и солевой поправок равно 8.70, температура воды,
в момент взятия пробы была равна 10.
Для минерализации 382.4 мг/л находим по графику (фиг. И) ион-
ную крепость воды .Г = 16.5 и по табл. 5 соответственно коэффициент
активности / = 0.916. По формуле (2) определяем раН":
раН" = 8.70 + 0.009 (18 — 10) Д- 0.04 Д-0.09 = 8.90.
Таблица 6
Изменение степени 2-й константы
в зависимости от температуры
4° Р^2 4° Р^2
0 0.22 16 0.02
2 0.19 ' 18 0
4 0.17 20 —0.02
6 0.14 22 —0.04
8 0.11 24 -0.07
10 0.09 26 —0.09
12 0.07 28 —0.11
14 0.04 30 —0.13
8.3
характеризует
ниже
ИССЛЕДОВАНИЕ ФИЗИЧЕСКИХ И ХИМИЧЕСКИХ СВОЙСТВ ВОДЫ
237
Подставляя найденные величины в формулу (1), имеем:
ГСО'1 =------------— 0.107 миллимолей,
L 3j 2 + (0.916)3 • 0.25 • 1011-8-9
или 0.107.60 = 6.42 мг СО3 /л.
Определение содержания растворенного
кислорода
Принцип метода. Определение растворенного в воде кислорода
производится по получившему широкое распространение йодометриче-
скому методу Винклера. Метод основан на способности гидрата закиси
марганца окисляться в щелочной среде в соединения высшей валент-
ности, количественно связывая растворенный в воде кислород, и затем
снова переходить в кислой среде в двухвалентные соединения, окисляя
при этом эквивалентное связанному кислороду количество иона иода.
Выделившийся при этом иод определяется титрованием тиосульфатом.
Весь процесс определения может быть выражен следующим рядом
уравнений:
Фиксация О2 в щелочной среде:
4МнС12 4- 8NaOH = 8NaCl + 4Mn(OH)2,
2Mn(OH)2 -f- О2 = 2H2MnO3,
2Н2МпО3 + 2Мп(ОН)2 = 2МпМпО3 + 4Н2О.
Выделение иода в кислой среде:
4К J 4- 4НС1 = 4К.С J 4- 4Н1,
2МпМпО3 4- 8НС14- 4Н J = 4МпС12 4~ 2 J2 4~ 6Н2О.
Наконец, йодометрическое определение тиосульфатом:
2 J2 4- 4Na2S2O3 = 4Na J 4~ 2Na2S4Oe.
Метод является весьма точным, и при тщательной работе погреш-
ность не превышает 0.3°/о.
Предварительные указания. Определение кислорода в силу
зависимости растворимости его от температуры воды должно произво-
диться на месте исследования. Процесс определения кислорода разби-
вается на две части: фиксацию, производимую немедленно после извле-
чения пробы воды из водоема, и титрование, которое может быть
произведено через некоторое время. В особых случаях, когда по тех-
ническим условиям нельзя произвести фиксацию кислорода, пробу
воды с герметически пригнанной стеклянной пробкой следует сохранить
по возможности в изотермических условиях и затем зафиксировать
не позднее чем через сутки.
Определение кислорода может производиться по данному методу
в водах любой минерализации. Нельзя определять кислород данным
методом в случае присутствия: 1) сероводорода; 2) большого количе-
ства органических веществ (окисляемость свыше 25 мг О2/л); 3) нитри-
тов в количестве более 0.1 мг ГЮ2/л; 4) железа — более 25 мг Ге/л.1
1 Определение кислорода в присутствии в воде восстановителей и окислителей
производится или согласно прописи, приведенной у О. А. Алекина (1954, стр. 46—47)
и у С. М. Драчева с соавт. (1953, стр. 210—212), или по методу Оле (Mitt. Intern.
Verein. theoret. u. angew. Limnologie, 3, 1953). (Примеч. ped.).
238
О. А. АЛЕКИН
Ход определения. Водой, только что извлеченной из водоема,,
тщательно ополаскивают 3 раза склянку с притертой пробкой (емкость,
около 100—200 мл), затем погружают резиновую трубку от батометра
или сифона в склянку до дна и наполняют ее так, чтобы вода перели-
валась через край. Сразу же после этого вводят в склянку с водой пипет-
кой 1 мл раствора МпС12 и 1 мл раствора Na()T[-|-KJ (осторожно, чтобы
не обжечь губы), причем пипетку каждый раз следует погружать до по-
ловины склянки и затем по мере выливания поднимать вверх. Для каждого
из этих растворов необходимо применять отдельную пипетку. Быстро
закрывают стеклянной пробкой склянку, следя за тем, чтобы в ней не
оставалось пузырьков воздуха, и содержимое ее тщательно перемешивают
взбалтыванием.
В таком виде склянка по окончании работ переносится в место, удобное
для титрования. После того как жидкость над осадком станет прозрачной,,
приливают 5 мл раствора (2 : 1) НС1. Выливание при этом через край
прозрачной жидкости не имеет значения для определения. Склянка за-
крывается пробкой, и содержимое вновь тщательно взбалтывается. Осадок
манганитов, выпавший в щелочной среде, растворяется, и жидкость,
от выделившегося иода окрашивается в желтый цвет. Затем проба пере-
ливается в коническую колбу на 250—300 мл и титруется 0.02 н. раствором
тиосульфата. Титрование ведут (при непрерывном перемешивании со-
держимого колбы) до перехода цвета жидкости в слабо желтый, после
чего прибавляют около 1 мл свежеприготовленного раствора крахмала
и продолжают по каплям титровать до исчезновения синей окраски.
Окраска должна исчезать не более чем от одной капли раствора тиосуль-
фата. Затем небольшим количеством оттитрованной пробы ополаскивают
склянку, выливают воду в колбу для титрования и окончательно доти-
тровывают несколькими каплями тиосульфата.
Вычисление результатов. Нормальность раствора тио-
сульфата выражена через эквивалентное ему в вышеприведенных реак-
циях количество кислорода, поэтому 1 мл точно 1.0 н. раствора тиосуль-
фата будет соответствовать 8 мг кислорода.
Искомое количество кислорода определяется из соотношения:
где н. — нормальность раствора тиосульфата; п — миллилитры раствора
тиосульфата, пошедшего на титрование пробы; V — объем склянки,
в которой фиксировалась проба; 2 — объем воды, вылившейся при введе-
нии 2 мл реактивов.
Результат вычисления округляется до 0.01 мг/л.
Пример.
В склянке объемом 135.3 мл зафиксирован растворенный кислород. На титрование
выделившегося иода пошло 10.52 мл тиосульфата, нормальность которого равна 0.01538;
отсюда:
8 • 10.52 • 0.01538 • 1000
------135 3 — 2--- =12.14 мг О2/л.
Кроме вычисления абсолютного количества кислорода, производится
вычисление процентного его содержания по отношению к нормальному
содержанию кислорода при данной температуре и давлении. Для вычис-
ления процентного содержания кислорода пользуются таблицей, в ко-
торой приводится нормальное содержание растворенного в воде кисло-
ИССЛЕДОВАНИЕ ФИЗИЧЕСКИХ И ХИМИЧЕСКИХ СВОЙСТВ ВОДЫ
239
рода при различной температуре и давлении в 760 мм при общей минера-
лизации до 1г/л (табл. 7).1 Так как в ряде случаев высота, на которой
находится место исследования, значительно превышает уровень моря,
то приходится вводить в формулу расчета среднее годовое давление в мил-
лиметрах для данного пункта.2
Та б лица 7
Зависимость нормального количества растворенного в воде кислорода (мг/л)
от температуры
(для дистиллированной воды при 760 мм атмосферного давления и парциальном
давлении кислорода Р = 0.209 атм.)
грО 0.0 0.1 0.2 0.3 0.4 0.5 0.6 0.7 0.8 0.9
0° 14.70 14.66 14.62 14.58 14.54 14.50 14.46 14.42 14.38 14.34
1 14.30 14.26 14.23 14.19 14.15 14.11 14.07 14.03 14.03 13.96
2 13.92 13.88 13.85 13.81 13.78 13.74 13.70 13.67 13.63 13.60
3 13.56 13.53 13.49 13.48 13.42 13.39 13.38 13.32 13.29 13.25
4 13.22 13.19 13.15 13.12 13.09 13.05 13.02 12.99 12.96 12.92
5 12.89 12.86 12.83 12.80 12.77 12.73 12.70 12.67 12.64 12.61
6 12.58 12.55 12.52 12.49 12.46 12.43 12.41 12.38 12.35 12.32
7 12.29 12.26 12.23 12.20 12.17 12.14 12.12 12.09 12.06 12.03
8 12.00 11.97 11.95 11.92 12.89 11.86 11.84 11.81 11.78 11.76
9 11.73 11.70 11.68 11.65 11.63 11.60 11.57 11.55 11.52 11.50
10 11.47 11.45 11.42 11.40 11.37 11.35 11.33 11.30 11.28 11.25
И 11.23 11.21 11.18 11.16 11.13 11.11 11.09 11.06 11.04 11.01
12 10.99 10.97 10.94 10.92 10.90 10.87 10.85 10.83 11.81 10.78
13 10.76 10.74 10.72 10.69 10.67 10.65 10.63 10.61 10.58 10.56
14 10.54 10.52 10.50 10.48 10.46 10.43 10.41 10.39 10.37 10.35
15 10.33 10.31 10.29 10.27 10.25 10.23 10.21 10.19 10.17 10.15
16 10.13 10.11 10.09 10.07 10.05 10.03 10.01 9.99 9.97 9.95
17 9.93 9.91 9.89 9.87 9.85 9.83 9.82 9.80 9.78 9.76
18 9.74 9.72 9.70 9.69 9.67 9.65 9.63 9.61 9.60 9.58
19 9.56 9.54 9.53 9.51 9.49 9.47 9.46 9.44 9.42 9.41
20 9.39 9.37 9.36 9.34 9.33 9.31 9.29 9.28 9.26 9.25
21 9.23 9.21 9.19 9.18 9.16 9.14 9.13 9.11 9.09 9.08
22 9.06 9.04 9.03 9.02 9.00 8.98 8.97 8.95 8.94 8.92
23 8.91 8.89 8.88 8.87 8.85 8.83 8.82 8.80 8.79 8.77
24 8.76 8.75 8.73 8.72 8.70 8.69 8.68 8.66 8.65 8.63
25 8.62 8.61 8.59 8.58 8.56 8.55 8.54 8.52 8.51 8.49
26 8.48 8.47 8.45 8.44 8.43 8.41 8.40 8.39 8.38 8.36
27 8.35 8.34 8.32 8.31 8.30 8.28 8.27 8.26 8.25 8.23
28 8.22 8.21 8.20 8.18 8.17 8.16 8.15 8.14 8.12 8.11
29 8.10 8.09 8.08 8.06 8.05 8.04 8.03 8.02 8.00 7.99
30 7.98
Выражая все вычисление в процентах насыщения кислорода общей
формулой, имеем:
„ 0, _ а • 760 • 100
и-2/о— Е7р ’
1 В случае, если минерализация воды больше 1 г/л, следует пользоваться табли-
цами для различной солености (Бруевич, Зубов и Шулейкин, 1931). При этом следует -
иметь в виду, что для перевода О2, выраженного в миллилитрах, в миллиграммы таб-
личные данные необходимо умножить на коэффициент, равный 1.429.
2 Для глубинных проб условно принимается то же давление, что и для поверхност- -
ных.
.240
О. А. АЛЕКИН
где а — количество О2 (в мг/л) (из анализа); и. — нормальное количество
О2 при данной температуре водыи давлении 760 мм (из табл. 7); Р — среднее
годовое давление в миллиметрах у объекта.
Вычисление насыщения ведется с точностью до 1 %.
Применяемые растворы. 1. Щелочной раствор йодистого
калия (KJ-f-NaOH). Для приготовления щелочного раствора йодистого
калия необходимо предварительно проверить исходные реактивы (NaOH
и KJ) на присутствие окислителей (Fe”’, NO2', JO3'). Для испытания
KJ отвешивают 1 г сухого KJ, растворяют в конической колбе в 50 мл
дистиллированной воды, добавляют 10 мл раствора НС1 (2 : 1), испытан-
ной на чистоту, и 1 мл раствора крахмала. По растворении KJ добавляют
-еще 100 мл дистиллированной воды, которую следует предварительно
прокипятить и остудить.
При достаточной чистоте препарата KJ в течение 5 мин. в растворе
не должна появляться голубая окраска. При появлении же окраски
KJ подвергается очистке следующим способом: отвешивают 75 г KJ,
растворяют в 50 мл дистиллированной воды в склянке с притертой проб-
кой, продувают ртом для насыщения СО2 и оставляют в темном месте
на 1—2 суток. После пожелтения раствора (вследствие выделения иода)
•к раствору прибавляется немного картофельного (но не другого) крахмала
(на кончике ножа), растертого в ступке с 5—10 мл холодной воды. Рас-
твор встряхивается в течение полуминуты и фильтруется через плотный
-фильтр. Если очищенный подобным образом раствор при стоянии желтеет,
то операция очистки должна быть повторена.
Для проверки NaOH отвешивают на технических весах 5.0 г отмытого
.дистиллированной водой от поверхностного слоя соды химически чистого
NaOH и растворяют в 10 мл дистиллированной воды. В коническую
колбу отмеривают 1 мл полученного раствора, добавляют 100 мл прокипя-
ченной дистиллированной воды, 0.2 г сухого KJ (проверенного выше-
указанным образом на чистоту), 5 мл раствора НС1 (2 : 1) и 1 мл раствора
крахмала. Если в течение 5 мин. не появится голубая окраска, то NaOH
можно употреблять для приготовления раствора. В противном случае
NaOH необходимо очистить, для чего отвешивают 250 г NaOH, обмытого
с поверхности, растворяют в 150—200 мл дистиллированной воды
и кипятят его с крупинками металлического алюминия в течение
10 мин.
Очищенные вышеуказанным образом растворы K.J и NaOH сливаются
вместе в мерный цилиндр, и общий объем доводится дистиллированной
водой до 500 мл. Если раствор мутный (обычно от примесей соды), то ему
„дают отстояться продолжительное время (до 15—20 дней) и прозрачный
раствор декантируют. При спешной работе его можно профильтровать
через стеклянную вату.
Если исходные реактивы K.J и NaOH не требуют очистки, то, растворив
75 г KJ в 50 мл дистиллированной воды, смешивают его с раствором 250 г
NaOH в 150—200 мл дистиллированной воды, после чего общий объем
.доводится до 500 мл. При отсутствии NaOH можно применять КОН
(350 г), а вместо KJ применять NaJ (68 г).
2. Раствор хлористого марганца (МпС12). Отвешивают на технических
весах 210 г сухого химически чистого МиС12 • 4Н2О и растворяют в ди-
стиллированной воде с доведением объема до 500 мл. Если раствор мутный,
то следует его профильтровать. Можно употреблять и сернокислый мар-
ганец (MnSO4 • 4Н2О), которого отвешивают 240 г, или MnSO4 • 2Н2О
яв количестве 200 г.
ИССЛЕДОВАНИЕ ФИЗИЧЕСКИХ И ХИМИЧЕСКИХ СВОЙСТВ ВОДЫ
241
Приготовленный раствор МнС12 испытывают на чистоту (отсутствие
Fe) следующим образом. К 100 мл дистиллированной воды добавляют 1 мл
раствора МпС12, 0.2 г сухого KJ, 5 мл раствора НС1 (2 : 1) и 1 мл раствора
крахмала. Отсутствие через 10 мин. синей окраски указывает на чистоту
реактива. В противном случае для очистки раствора МпС12 на каждые
100 мл раствора добавляют около 0.5—1.0 г сухой Na2CO3 и оставляют
раствор стоять 24 часа, после чего выпавший осадок отфильтровы-
вают.
3. 0.02 н. раствор тиосульфата (Na2S2O3). Отвешивают па технических
весах 5.0 г хим. чист. Na2S2O3 • 5Н2О и растворяют в 1 л прокипяченной
дистиллированной воды. Для лучшей сохранности раствора следует
добавить 10 мл амилового (или изобутилового) спирта или 1—2 мл кси-
лола или хлороформа. Раствор хранится в темной склянке, соединенной
с бюреткой через сифон. Употреблять для работы следует раствор, при-
готовленный не менее чем за 10 дней, так как в это время концентрация
его несколько меняется. При указанных приемах хранения раствор
может заменяться свежим один раз в год. В случае выпадения осадка
и значительного изменения нормальности раствор Na2S2O3 должен быть
заменен новым*
На случай порчи раствора следует в полевых условиях иметь запаянные
в пробирки навески Na2S203 • 5Н2О по 5.0 г.
4. 0.02 н. раствор двухромовокислого калия (К2Сг2О7). Трижды пере-
кристаллизованный К2Сг2О7 сушится до постоянного веса в сушильном
шкафу при температуре 180—200°. Полученный препарат сохраняют
в бюксе в эксикаторе. Отвешивают точно 0.9807 г препарата, растворяют
в дистиллированной воде в мерной колбе, объемом 1000 мл, и после раство-
рения доводят объем до метки. Подобный раствор является точно 0.02 н.
и употребляется для установки и проверки нормальности раствора тио-
сульфата.
В случае, если навеска К2Сг2О7 не 0.9807, а иная — а и растворена
в колбе объемом не 1000 мл, а V мл, то нормальность полученного раствора
вычисляется по формуле:
__ а 10001
Н' ~ 49.035 • V '
5. Раствор (2 : 1) соляной кислоты (НС1) приготовляется смешением
двух объемов химически чистого концентрированного раствора НС1
(уд. в. 1.19) и одного объема дистиллированной воды. Раствор HCI необ-
ходимо проверить на отсутствие свободного хлора, для чего в коническую
колбу добавляют 50 мл дистиллированной воды, 1 мл раствора крахмала,
1 г сухого испытанного на чистоту KJ или 10 мл очищенного 10%-го
раствора KJ и 10 мл испытуемого раствора НС1 (2:1). Отсутствие окраски
через 5 мин. или очень слабая голубоватая окраска указывают на
чистоту кислоты. Вместо раствора НС1 (2 : 1) можно применять рас-
твор H2SO4 (1 : 4).
6. Раствор крахмала приготовляется в день определения. Около
0.1 г рисового или пшеничного растворимого крахмала перемешивают
на холоду с 20 мл дистиллированной воды и нагревают в пробирке до
кипения. Хороший крахмал должен давать при титровании тиосульфатом
резкий переход окраски от синей к бесцветной без промежуточных фио-
летовых тонов. Подобный крахмал пригоден лишь в течение одного
дня.
16 Жизнь пресных вод, т. IV, ч. 2
242
О. А. АЛЕКИН
При желании приготовить устойчивый раствор крахмала 1 г крахмала
и 0.01 г HgJ2 растирают с небольшим количеством воды в ступке и полу-
ченную суспензию медленно вливают в 200 мл кипящей воды. Кипячение
продолжают до осветления раствора. Хранится раствор закрытым.
7. Йодистый калий (KJ) применяется в сухом виде для определения
нормальности раствора Na2S2O3. Следует брать в походную лабораторию
в количестве не более 100 г, что должно хватить для 100 определений.
Хранить KJ следует в темной склянке, обернутой черной бумагой, лучше
в темноте. Необходимо проверить KJ на отсутствие примесей и, если надо,
очистить вышеуказанным образом. В случае применения очищенного
раствора K.J во всех случаях вместо 1 г сухого K.J берут 10 мл 10%-го
раствора K.J, который приготовляется и очищается по мере надобности
в небольших количествах.
Для определения нормальности раствора Na2S2O3 наливают мензуркой
в коническую колбу объемом 250 мл 35 мл дистиллированной воды,
всыпают 1 г сухого KJ, точно отмеривают пипеткой 15 мл 0.02 раствора
К2Сг2О7 и 10 мл раствора НС1 (2:1). При этом происходит окисление
йодистого калия по уравнению:
К3Сг2О7 4- 6К J 4- 14HG1 = 8K.CI + 2СгС13 4- 7Н3О + 3J2.
Титровать раствором Na2S2O3 начинают сейчас же после растворения
KJ. Титруют при непрерывном перемешивании жидкости. При наступле-
нии слабо-желтой (лимонной) окраски в колбу добавляют 1 мл раствора
крахмала, 100 мл дистиллированной воды и титрование продолжают до
исчезновения окраски. Определение повторяют и, если расхождение
не превышает 0.05 мл, берут за результат определения среднее арифме-
тическое.
Вычисление нормальности раствора тиосульфата производят на осно-
вании соотношения:
и., а а
__±_ •-- • ст - ст _
где н.х — нормальность раствора Na2S2O3; н.2 — нормальность раствора
К2Сг2О7; п — количество миллилитров раствора Na2S2O3, потраченного
на титрование; а — количество миллилитров раствора К2Сг2О7, взятого
для определения нормальности. Вычисление нормальности раствора
Na2S2O3 производится до пятого- знака после запятой.
Посуда: 1) бюретка на 25 мл — 1; 2) пипетка на 1 мл — 3; 3) пи-
петка на 5 мл — 1; 4) пипетка на 10 мл — 1; 5) колба коническая на
250—300 мл — 1; 6) склянки на. 150—200 мл с притертыми пробками
точно определенного объема.
Чтобы определить объем склянки для фиксации кислорода, ее тщательно,
моют, высушивают (снаружи и изнутри) и взвешивают на технических
весах с точностью до 0.01 г. Затем наполняют ее дистиллированной водой
до краев и закрывают стеклянной пробкой так, чтобы под пробкой не
оставалось пузырьков воздуха. Обтирают досуха склянку и снова взве-
шивают с точностью до 0.01 г.
Разность в весе даст вес воды в объеме склянки, который для перевода
на объем следует разделить при температуре воды при взвешивании 15°
на 0.998, при 20° — на 0.997 и при 25°на 0.996.
ИССЛЕДОВАНИЕ ФИЗИЧЕСКИХ И ХИМИЧЕСКИХ СВОЙСТВ ВОДЫ
243
ОПРЕДЕЛЕНИЯ, ПРОИЗВОДИМЫЕ В ЛАБОРАТОРИИ
Общие указания
Почти все нижеописываемые определения технически вполне выпол-
нимы в полевых условиях, однако, как указывалось выше, для достиже-
ния наибольшей точности их лучше производить в лаборатории.
Пробы воды, взятые из водоема, должны быть как можно скорее под-
вергнуты анализу. Чем меньше срок между взятием пробы и ее анализом,
тем больше последний будет отражать действительное состояние химиче-
ского состава воды в водоеме. Особенно это относится к определениям
окисляемости воды, железа, NH4, NO2', NO3' и Р, которые следует
по возможности определять в течение первых суток после взятия воды.
Как показали наблюдения, через 10 дней, несмотря на консервацию, ко-
торая только лишь замедляет биохимические процессы, происходящие
в пробе воды, не устраняя их полностью, содержание этих ингредиентов
может измениться до 20%.
Более устойчивыми являются Са”, Mg”, НСО/, определение которых
при хорошей укупорке проб может быть произведено через 10—30 дней.
Еще более устойчивы SO4" и С1', особенно последний, содержание ко-
торого практически не меняется при хранении.
Вода, взятая для анализа в объеме 1.5—2.0 л, распределяется для
различных определений следующим образом (табл. 8).
Таблица 8
Распределение воды для анализа (в мл)
Вода, консервированная H2SO4
Вода, консервированная хлороформом
Окисляемость................100
Fe — общее...................50
Fe — окисное.................50
NH(.........................100
NO,............•..............Ю
Цвет и прозрачность...........50
no;...........................50
нсо;.........................100
Жесткость общая............100
Са" .................... 200—500
SO"..................... 200—500
СР...........................100
310 мл
800—1400 мл
Остальное количество воды расходуется на ополаскивание пипеток.
При значительной минерализации воды, когда требуется брать объемы
воды меньшие, чем это указано в табл. 8, а также при неполном анализе
количество воды соответственно уменьшается.
После откупорки бутылки с пробой воды в первую очередь следует
отмерить порции для определения прозрачности и цветности воды (вода
берется из бутылки, консервированной хлороформом). Перед взятием
пробы на прозрачность бутылку необходимо сильно встряхнуть. Имея
данные о прозрачности и цвете воды, можно судить о том, надо ли подвер-
гать пробу воды предварительной подготовке для прочих определений.
При высокой прозрачности воды (по стандартному шрифту 30 см)
и ничтожной цветности вода для всех определений (в том числе и весовых),
16*
244
О. А. АЛЕКИН
поступает на анализ без фильтрации. При меньшей прозрачности воду
для весовых определений фильтруют через предварительно несколько
раз промытый исследуемой водой беззольный фильтр; при очень тонкой
мути, проходящей через фильтр, — через ультрафильтр. Профильтрован-
ная вода немедленно отмеривается для определений в стаканы. При про-
зрачности воды ниже 20 см по шрифту для определений НСО3', С1', общей
жесткости следует фильтровать воду через обычный, несколько раз про-
мытый исследуемой водой фильтр.
Для прочих определений (NH4‘, NO2',) вода никогда не фильтруется
(так как фильтровальная бумага всегда содержит следы этих ингредиен-
тов), а при большой мутности и цветности очищается коагуляцией. Коа-
гуляцией очищать воду от цветности для определения железа и кремния
нельзя.
При отборе из бутылки пробы воды, консервированной H2SO4, на
определение железа бутылка сильно встряхивается для равномерного
распределения имеющихся в воде взвесей. Также отбирается и проба
воды для определения окисляемости. При значительной мутности воды
и наличия взвесей минерального происхождения железо следует опреде-
лять из пробы воды, консервированной хлороформом, так как в этом
случае возможен переход железа из взвешенных минеральных частиц.
В этом случае следует определять только общее железо. Не следует опре-
делять раздельно железо также и при большой цветности воды.
Очистка воды от мутности и цветности путем коагуляции производится
следующим образом. Исследуемая вода в количестве 200—400 мл нали-
вается в мерный цилиндр и к ней добавляется, в зависимости от мутности
и цветности воды и величины ее щелочности, от 0.5 до 4.0 мл 1.0 н. раствора
A12(SO4)3 [приготовляется растворением 10 г хим. чист. A12(SO4)3 . 18Н2О
в 100 мл дистиллированной воды]. Следует стремиться к тому, чтобы ко-
личество мг-экв. введенного сульфата алюминия было равно мг-экв.
щелочности в коагулируемом объеме воды; это количество требуемых
миллилитров’1.0 н. раствора сульфата алюминия (и) может быть опреде-
лено для объема воды V с щелочностью — А мг-экв. следующей фор-
мулой:
. V
п ~ А 1000 •
Введенный в воду сульфат алюминия, реагируя с гидрокарбонатами,
даст объемистый осадок А1(ОН)3, который адсорбирует органические
вещества (гуминовые и др.):
A12(SO4)3 4- ЗСа(НСО3)2 = 2А1(ОН)3 + 3CaSO4 + 6СО2.
Если приходится коагулировать мягкие воды (А<^2 мг-экв.), притом
а высокой цветностью, то для лучшего обесцвечивания надо ввести A12(SO4)3
в количестве (и), большем, чем А, и затем избыток его осадить 1.0 н. рас-
твором КОН (приготовляется растворением 5.6 г хим. чист. КОН в 100 мл
дистиллированной воды). Количество миллилитров 1.0 н. раствора КОН,
которое необходимо прилить, в данном случае будет равно:
мл КОН = (п A ,
где к — соотношение нормальностей растворов A12(SO4)3 и КОН, легко
определяемое следующим образом: к 100 мл дистиллированной воды
добавляют пипеткой 2 мл 1.0 н. рабтвора КОН, 2 капли раствора метил-
ИССЛЕДОВАНИЕ ФИЗИЧЕСКИХ И ХИМИЧЕСКИХ СВОЙСТВ ВОДЫ
245
рот и титруют (из микропипетки) раствором сульфата алюминия до пе-
реходной розовой окраски. Отношение количества пошедшего на титро-
вание раствора сульфата алюминия к количеству раствора КОН опреде-
ляет величину к.
Пример.
Взять400мл воды со щелочностью, равной 1.3 мг-экв., и прилить, в зависимости
от цветности воды, 1.5 мл н. раствора сульфата алюминия. Рассчитываем требуемое ко-
личество миллилитров раствора КОН, если /с=1.1:
/ 400 \
мл КОН = 1.1 (1.5 — 1.3 • Jqqq) = 1 -08 мл.
Приливаем при помешивании стеклянной палочкой КОН, причем постепенно
выпадают хлопья АЦОН^.1 После отстаивания обесцвечивающуюся жидкость следует
отобрать на анализ.
При отсутствии мутности влияние цветности может быть устранено
колориметрированием определенными приемами. Они особенно целесооб-
разны при определении железа и кремния, вода для определения которых
не может быть подвергнута коагуляции. Таких способов устранения влия-
ния цветности воды при колориметрических определениях существует три.
Первый — подбор светофильтра из стекла (или цветной желатины),
накладываемого сверху на цилиндр со стандартом. Подбирать светофильтр
надо после введения в исследуемую воду HG1 (для определений Fe и Si),
так как кислота меняет окраску гуминовых веществ (это в равной мере
относится и к следующим двум приемам).
Второй — создание соответствующего цветового фона под дном ци-
линдра со стандартом. Это легко достигается окраской акварелью или
анилиновой краской кусочков белой бумаги в различной густоты тона.
Заготовив и пронумеровав окрашенные кусочки, можно быстро, в зави-
симости от величины цветности, подбирать окраску соответствующей
густоты.
Третий — добавление окрашенного вещества в цилиндр со стандартом
до выравнивания его с цветом исследуемой воды. Хорошим веществом для
этого является крепкий настой чая на дистиллированной воде, прекрасно
имитирующий окраску природной воды. Этот прием может быть рекомен-
дован как легко доступный и дающий хорошие результаты не только для
устранения влияния цветности воды при определении железа и кремния,
но и при определениях NH'4 и NO'2, Р и СР (где подкрашивается свидетель).
физические свойства воды
Определение цветности воды
Цветность воды (кажущаяся) определяется в нефильтрованной пробе
воды путем сравнения цвета анализируемой воды со стандартной окраской,
создаваемой в растворе хлорплатинатом калия и хлористым кобальтом.
При отсутствии платины можно пользоваться в качестве стандартного
раствора раствором двухромовокислого калия и сернокислого ко-
бальта. При наличии достаточного количества (10—12) цилиндров для
1 Оптимальные условия для выпадения А1(ОН)з создаются при pH около 5, по-
этому можно легко проверить, достаточно ли добавлено КОН. Для этого следует
каплю воды на часовом стекле испытать на изменение цвета метилрот, который меняет
свой цвет при pH около 5.0—5.3.
246
О. А. АЛЕКИН
колориметрирования объемом в 100 мл лучше пользоваться заранее при-
готовленной из этих цилиндров шкалой, при отсутствии такого числа можно
обойтись двумя цилиндрами, применяя колориметрическое титрование.
При цветности выше 80° анализируемую воду надо разводить дистилли-
рованной водой.
Ход определения методом шкалы. В чистый, сухой
цилиндр отмеривают 100 мл исследуемой воды и, рассматривая сверху,
сравнивают окраску воды с окраской стандартных растворов платиново-
кобальтовой шкалы, налитых в такие же цилиндры. При совпадении
окрасок цветность воды определяется градусом данного стандарта шкалы.
При промежуточной окраске воды (между стандартами шкалы) находят
величину цветности воды интерполяцией. Следует избегать переливания
стандартов шкалы из одного цилиндра в другой.
Ход определения при колориметрическом тит-
ровании. В один цилиндр приливается 100 мл исследуемой воды,
а в другой 95 мл дистиллированной воды. Затем, при наличии разницы
в цвете воды, в цилиндр с дистиллированной водой приливают понемногу
из бюретки стандартный раствор, перемешивая содержимое цилиндра
перевертыванием до тех пор, пока окраска в обоих цилиндрах не сравняется.
Количество прилитых миллилитров стандартного раствора, умноженное
на 20, даст величину цветности воды в градусах платиново-кобальтовой
шкалы. В случае одновременного определения цветности в нескольких
пробах удобно отмерить воду в стаканчики и брать образцы на опреде-
ление по мере увеличения цветности, не доливая благодаря этому каждый
раз вновь бюретку.
При использовании сухих или ополоснутых водой цилиндров вода
после определения может быть употреблена для других определений.
Приготовление платиново-кобальтовой шкалы.
Отвешивают 1.245 г хлорплатината калия (K2PtCl0), что соответствует
0.5 г металлической платины и 1.009 г хлористого кобальта (СоС12 • 6Н2О),
соответствующего 0.25 г металлического кобальта; всыпают в литровую
колбу и растворяют в 100 мл дистиллированной воды. Добавляют 100 мл
раствора НС1 (уд. в. 1.19) и доводят дистиллированной водой до метки.
Цветность такого раствора принимается равной 500° (500 частей металли-
ческой платины на миллион частей воды). Этот раствор является запас-
ным. Рабочие стандарты готовятся из запасного раствора путем прили-
вания указанных в табл. 9 количеств его в мерные колбы на 100 мл,
добавляя дистиллированную воду до метки. Эти рабочие растворы могут
Таблица 9
Платиново-кобальтовая шкала
№ '• стан- дарта шкалы Мл стан- дарта Градус цвет- ности № стан- дарта шкалы Мл стан- дарта Градус цвет- ности № стан- дарта шкалы Мл стан- дарта Градус цвет- ности
1 0 0 6 5 25 и 12 60
2 1 5 7 6 30 12 14 70
3 2 10 8 7 35 13 16 80
4 3 15 9 8 40 14 18 90
5 4 20 10 10 50 15 20 100
ИССЛЕДОВАНИЕ ФИЗИЧЕСКИХ И ХИМИЧЕСКИХ СВОЙСТВ ВОДЫ
247
служить довольно продолжительное время, если держать цилиндры в тем-
ноте с закрытыми пробками.
Приготовление имитационной шкалы. При отсут-
ствии хлорплатината можно приготовить имитацию стандарта из К2Ст2О7
и CoSO4. Для этого приготовляют сначала два основных раствора.
Раствор № 1: отвешивают 0.0875 г К2Сг2О7 и 2.000 г CoSO4- 7Н2О
и растворяют в дистиллированной воде в колбе на 1 л, добавляют 1 мл хим.
чист, концентрированной H2SO4 и доводят объем дистиллированной во-
дой до 1 л.
Раствор № 2: 1 мл хим. чист, концентрированной H2SO4 разбавляется
дистиллированной водой до объема 1 л.
Смешивая растворы №№ 1 и 2 в нижеуказанных отношениях, полу-
чают имитационную (по отношению к платиново-кобальтовой) шкалу
цветности.
Раствор № 1 (мл)................... 0 1
Раствор № 2 (мл)................. 100 99
Градусы цветности.................. 0 5
2 3 4 5 6 8 10 12 14 16
98 97 96 95 94 92 90 88 86 84
10 15 20 25 30 40 50 60 70 80
Приготовление стандартного раствора для ко-
лориметрического титрования. Этот раствор приготов-
ляется в 4 раза более крепким, чем вышеуказанный раствор для стандарта
из К2Ст2О7 и CoSO4. Поэтому для его приготовления следует количество
веществ по приведенным выше прописям развести не в литровой колбе,
а в колбе объемом 250 мл, причем вместо 1 мл H2SO4 следует взять 2 мл.
Окраска полученного раствора при разведении его 1 мл дистиллиро-
ванной водой до 100 мл (что имеет место при колориметрическом титрова-
нии) соответствует цветности воды в 20°.
Посуда: 1) цилиндры для колориметрирования, длиной около 30—
40 см и диаметром около 2.0 см при использовании метода шкал — 14,
при колориметрическом титровании — 2; 2) бюретка на 10 мл (для коло-
риметрического титрования) — 1.
Определение прозрачности воды
Прозрачность воды определяется в нефильтрованной, только что рас-
купоренной пробе. Перед отмериванием воды для определения следует
взболтать бутылку и тотчас же отобрать необходимый объем воды чистой
и сухой мензуркой. Если вода сильно взмучена выпавшей при стоянии
гидроокисью железа или вообще содержит большое количество взвесей,
следует брать отстоявшуюся в течение 1 мин. воду, отметив это в приме-
чании.
Переливают воду в цилиндр с плоским дном и с краном, объемом около
100 мл (лучше, если с пришлифованным дном и затем приклеенным или
прижатым через резиновые прокладки металлическими скобами), уста-
новленный в штативе. Подложив на 4 см от дна цилиндра стандартный
шрифт (ГОСТ-3351-46), сливают через кран воду до тех пор, пока станет
возможным чтение текста через слой воды в цилиндре. Повторяют это опре-
деление, но на этот раз приливая воду в цилиндр до тех пор, пока чтение
будет едва возможным. За результат определения берут среднее арифме-
тическое из двух измерений высоты слоя воды в цилиндре при первом и
втором определениях. Прозрачность выражается в сантиметрах.
248
О. А. АЛЕКИН
Химические свойства воды
Определение окисляемости воды
Величина окисляемости воды характеризует содержание в воде спо-
собных окисляться веществ. Такими веществами являются главным обра-
зом органические вещества: окрашенные гуминовые вещества, мельчай-
шие организмы, продукты распада органических соединений и различ-
ные органические взвеси. Степень окисления этих веществ обычными
химическими окислителями весьма различна, поэтому величина окисля-
емости не вполне пропорциональна общему содержанию органических
веществ. Большое значение в отношении полноты окисления имеет также
окислитель, и обычно применяющимися окислителями (КМпО4, Н2О2,
К2Сг2О7 и др.) не удается получить полного окисления органического
вещества до СО2 и Н2О. Кроме того, в воде может окисляться и ряд чисто
минеральных веществ: Fe", NO2', H2S, Мп и т. п. При значительном содер-
жании неорганических веществ стараются ослабить их влияние на вели-
чину окисляемости, чтобы последняя по возможности обусловливалась
только содержанием органических веществ, учесть количество кото-
рых в воде иначе трудно. Величину окисляемости принято выражать
через количество миллиграммов О2, необходимого на окисление веществ
в 1 л воды. Окисляемость можно определять двумя методами — «перман-
ганатным» и «хроматным».
Перманганатный метод
Принцип метода. Наиболее распространенный метод определе-
ния окисляемости — это окисление вещества в воде КМпО4 при нагре-
вании. Это так называемая перманганатная окисляемость, которая
дает около 40—5О°/о от «истинной» окисляемости веществ до СО2 и Н2О.
При малом содержании хлоридов окисление ведется в кислой среде,
при повышенном (100—1000 мг СГ/л) — в щелочной. Реакция протекает
в первом случае по схеме:
2МпО; +ь’Н2О = Мп’ + 2НО' + 50;..
в щелочной среде выделяется лишь 30:
2МпО; + Н2О = MnO2 -J- 2ОН' 4- 30.
Все же окисление органических веществ и здесь протекает доста-
точно интенсивно. В том и другом случае избыток КМпО4 связывается
прибавлением (уже в кислой среде) раствора Na2C2O4, излишнее коли-
чество которого дотитровывается окончательно по уравнению:
5Na2C2O4 4- 2KMnO4 4~ 8H2SO4 = ЮСО2 4- K3SO4 4-
4-2MnSOt 4-8H2O4-5Na2SO4.
Предварительные указания. Воду для определения
окисляемости лучше брать из пробы, консервированной H2SO4. При вели-
чине окисляемости до 10 мг О2/л достаточно взять 100 мл воды, а при
более высокой исследуемую воду следует разбавлять в соответствующее
число раз дистиллированной водой.
При цветности воды до 40—50° вода не разбавляется, при цветности
в пределах 40—80° исследуемая вода разбавляется дистиллированной
ИССЛЕДОВАНИЕ ФИЗИЧЕСКИХ И ХИМИЧЕСКИХ СВОЙСТВ ВОДЫ
249'
водой вдвое, при 80—120° — вчетверо, и т. д., т. е. надо стараться, чтобы
в конце окисления оставалось еще около 30% избытка КМпО4.
Так как степень окисления органических веществ в данном определе-
нии зависит от условий, при которых ведется определение, то для полу-
чения достоверных результатов, сравнимых между собой, следует строго
придерживаться приводимых ниже указаний относительно количества
добавляемых растворов, особенно КМпО4, времени кипячения и темпера-
туры раствора при титровании.
В случае присутствия в воде значительных количеств окисляющихся
веществ минерального происхождения их предварительно быстро оттит-
ровывают на холоду в кислой среде. При малом содержании Fe (менее
0.1—0.2 мг/л), NO2' (менее 0.1 мг/л) и H2S (менее 0.1—0.2 мг/л) их присут-
ствием можно пренебречь.
Ход определения в кислой среде. К 100 мл анализи-
руемой воды, отмеренной в коническую колбу на 200 мл, прибавляют
5 мл раствора H2SO4 (1:3), и проба нагревается. При начинающемся
кипении в пробу добавляется пипеткой точно 10 мл раствора КМпО4,.
и проба кипятится после этого ровно 10 мин. начиная от первого появле-
ния пузырька (удобно пользоваться при этом песочными часами). Если
во время кипячения содержимое колбы потеряло розовую окраску пер-
манганата, определение надо повторить вновь, разбавив исследуемую
воду дистиллированной. По окончании кипячения проба снимается с огня
и в нее добавляется из бюретки такое количество раствора Na2C2O4,
какое необходимо для полного обесцвечивания жидкости. Обесцветив-
шуюся жидкость дотитровывают раствором КМпО4 до появления слегка
розовой окраски от одной прибавленной капли.
Ход определения в щелочной среде. В коническую
колбу добавляют пипеткой 0.5 мл концентрированного раствора NaOHr
и пробу ставят на сетку над пламенем горелки или на электроплитку.
В начале кипения в пробу добавляют пипеткой точно 10 мл раствора
КМпО4, и затем проба кипятится ровно 10 мин. начиная от появления
первого пузырька. По окончании этого срока проба снимается с огня,,
охлаждается до 60°, и в нее добавляют 5 мл раствора H2SO4 (1 : 3) и при-
ливают из бюретки 0.01 раствор Na2C2O4 до полного обесцвечивания.
Затем дотитровывают пробу раствором КМпО4 до появления устой-
чивой слегка розовой окраски (заметной при сравнении с таким же объе-
мом дистиллированной |воды).
Проверка нормальности раствора КМпО4. Проверка
нормальности раствора КМпО4 производится одновременно с определе-
нием. В только что оттитрованную пробу (до слегка розового оттенка),
имеющую температуру около 50—60°, прибавляют 10 мл раствора Na2C2O4
и титруют раствором КМпО4 до появления розовой окраски от одной
прибавленной капли. Определение повторяют, и за результат берется
среднее арифметическое.
Нормальность раствора КМпО4 определяется из соотношения:
а
Н-1 — Н-2^>
где п — число миллилитров раствора КМпО4; н.х — нормальность по-
следнего; а — число миллилитров раствора Na2G2O4, нормальность ко-
торого н.2.
Вычисление результатов определения. Общее
количество мг-экв. КМпО4, добавленное в пробу за вычетом мг-экв.
.250
О. А. АЛЕКИН
Na2C2O4, определяет величину окисляемости в данном объеме воды. Учиты-
вая, что 1 мг-экв. О2 соответствует 8 мг, величину окисляемости можно
рассчитать по следующему соотношению:
, г\ 1 \ 8 • [(а + а' — d) н.х — Ь и.о)] • 1000
Окисляемость (в мг О2/л) =—-—1------------------—------ ,
где а — количество миллилитров раствора KMnOj. прибавленное до ки-
пячения, а! — после кипячения; b — количество миллилитров раствора
Na2C2O4, израсходованного на обратное титрование; d — поправка на
слепой опыт (см. ниже); н.г и н.2 — нормальности соответственно раство-
ров КМиО4 и Na2C2O4; V — объем воды, взятой на определение (дистил-
лированная вода при разбавлении не учитывается).
Пример.
Исследуемая вода разбавлена вдвое (50 мл исследуемой воды и 50 мл дистиллиро-
ванной), а=10 мл, а'=1.65, 6=5.15 мл, h.j=0.0105, н.2=0.01, поправка на слепой
опыт d=0.25 мл:
п , 8 [(10 + 1.65 + 0.25) • 0.0105 — 5.15 • 0.01)] 1000
окисляемость (в мг О2/л) =---------------50------------------ =2Ь.9.
Определение поправки. Для учета происходящего при
нагревании частичного самораспада КМпО4 необходимо ввести в опреде-
ление поправку, находимую слепым опытом. Для этого следует произвести
все определение с 100 мл дистиллированной воды совершенно так же,
как и с исследуемой водой. Пошедшее при слепом опыте количество мил-
лилитров раствора КМпО4 обозначается через d и при расчете окисляемости
вычитается из числа миллилитров раствора, пошедших на окисление
воды.
Применяемые растворы. 1. 0.01 н. раствор щавелевокис-
лого натрия (Na2C2O4) приготовляется путем разведения 0.05 н. раствора.
Для этого отмеривают пипеткой 20 мл 0.05 н. раствора Na2C2O4 и, вылив
его в мерную колбу на 100 мл, доводят до метки прибавлением дистилли-
рованной воды. Раствор сохраняется в течение нескольких дней. 0.05 н.
.раствор Na2C2O4 приготовляется растворением в мерной колбе на 500 мл
навески хим. чист. Na2G2O4 в 1.6752 г, предварительно высушенного до
постоянного веса при 180°.
2. 0.01 н. раствор марганцевокислого калия (КМпО4). Навеску в 1.6 г
растворяют в 1 л дистиллированной воды. Раствор лучше приготовить
за 10 дней до работы, а затем отсифонировать отстоявшийся раствор.
Хранить раствор надо в темной склянке.
3. Раствор (1 : 3) серной кислоты (H2SO4) приготовляется приливанием
25 мл хим. чист. H2SO4 (уд. в. 1.84) к 75 мл дистиллированной воды.
К раствору следует для окисления примесей добавить до слегка розовой
окраски раствора КМпО4.
4. Концентрированный раствор едкого натра (NaOH) приготовляется
растворением 50 г хим. чист. NaOH, предварительно очищенного от на-
.лета .соды обмыванием дистиллированной водой. Едкий натр растворяют
сначала в небольшом количестве в стакане, переливают затем в мерную
колбу на 100 мл и доливают до метки дистиллированной водой. Мутный
раствор очищается декантацией или фильтрацией через стеклянную вату.
Посуда: 1) колбы конические на 200—250 мл — 3; 2) бюретка
на 25 мл — 1; 3) бюретка со стеклянным краном на 25 мл — 1; 4) пипетка
на 10 мл — 1; 5) пипетка на 5 мл — 1; 6) пипетка на 1.0 мл — 1.
ИССЛЕДОВАНИЕ ФИЗИЧЕСКИХ И ХИМИЧЕСКИХ СВОЙСТВ ВОДЫ 251
Бихроматный метод
Принцип метода. Определение окисляемости по данному
методу основано на окислении хромовой кислотой органического вещества
сухого остатка при кипячении в присутствии концентрированной H2SO4.
Для лучшего окисления органического вещества хромовой смесью
окисление ведут в присутствии катализатора — сернокислого серебра.
Избыток окислителя — хромовую кислоту оттитровывают раствором
соли двухвалентного железа.
Cr2O7" + 6Fe" 4- 14Н’= 2Cr--|-6Fe" Д-7ЩО.
Параллельно определяют в «холостой» пробе количество миллилитров
раствора соли двухвалентного железа, расходуемого на титрование та-
кого же объема хромово-сернокислой смеси. Разность между «холостой»
пробой и пробой воды позволяет определить количество миллилитров
раствора Fe", эквивалентное кислороду, затраченному на окисление ор-
ганического вещества, содержащегося в данном объеме воды.
Величина бихроматной окисляемости близка к «истинной» окисляе-
мости и в два с небольшим раза превышает перманганантную. Данный
метод приводится в основном по И. В. Тюрину, с учетом некоторых до-
полнений других авторов.
Предварительные указания. Чтобы обеспечить доста-
точный избыток окислителя, объем воды для определения следует брать
в зависимости от ожидаемой величины окисляемости обычно в пределах
50—200 мл. Если органическое вещество присутствует преимущественно
в виде гумусовых веществ, то о возможной величине окисляемости до не-
которой степени можно судить по цветности воды. При цветности воды
выше 150° достаточно взять 100 мл. Вообще надо стремиться к тому, чтобы
при обратном оттитровывании на пробу расходовалось не более 10 мл
раствора соли железа, т. е. чтобы после окисления оставалось не менее
50% взятого окислителя.
В случае если при окислении проба приобретает интенсивный зеленый
цвет, определение надо повторить, сначала уменьшив объем воды.
Определению бихроматной окисляемости мешает присутствие хло-
ридных ионов, вызывающих раскисление хромовой смеси. Поэтому для
устранения этого явления в пробу добавляется Ag2SO4 (помимо вводи-
мого как катализатора) в количестве, немного превышающем эквивалент^
ное содержание СР во взятом объеме воды.
При содержании же во взятом объеме воды ионов С1' свыше 50 мг опре-
деление окисляемости производить бихроматным методом не рекомен-
дуется.
При производстве определения следует строго придерживаться указа-
ний о времени и условиях нагрева как пробы с исследуемой водой, так
и холостой пробы. При отмеривании пипеткой хромовой смеси необходимо
время стекания после опорожнения строго ограничивать (по секундомеру)
1 мин.
Ход определения. В коническую колбу емкостью 150 мл
последовательно отмеривают и затем медленно (на этернитовой плите)
выпаривают определенный объем исследуемой воды.1 После приливания
1 В полевых условиях выпаривание можно производить также в бюксах, которые
после испарения воды закрываются крышкой и перевозятся в таком виде в лаборато-
рию. Для дальнейшего определения в бюкс отмеривается 10 мл 0.4 н. сернокислого
252
О. А. АЛЕКИН
последней порции воды в колбу добавляют Ag2SO4 в количестве, зависящем’
от содержания G1' во взятом объеме воды (4.5 мг Ag2SO4 на 1 мг ионов С1',
содержащихся во взятом объеме воды). При достижении объема воды
в 5 мл колбу переносят в сушильный шкаф, где при температуре не выше 70°
проба выпаривается досуха.
К высушенному остатку прибавляют 100 мг сухого Ag2SO4, пипеткой
добавляют точно 10 мл 0.4 и. сернокислого раствора К2Сг2О7, содержимое
колбы перемешивают, в горло колбы вставляется колпачок-холодильник
(в крайнем случае воронка), и колбу ставят на предварительно нагретую
до 180—200° (не выше) песчаную баню. Одновременно на баню ставят
холостую пробу: колбу с 100 мг Ag2SO4 и точно таким же отмеренным
количеством миллилитров сернокислого раствора К2Сг2О7. После 5 мин.
(точно) равномерного кипения колбу охлаждают, колпачок-холодильник
и стенки колбы обмывают дистиллированной водой из промывалки;
при этом содержимое колбы доводят до 75—80 мл. К раствору добавляют
2.5 мл фосфорной кислоты, 3 капли раствора дифениламина и его титруют-
0.2 н. раствором (NH4)2Fe(SO4)2 до переходной окраски из синей в темно-
зеленую.
Вслед за пробой с исследуемой водой аналогично титруют «холостую»
пробу. При одинаковых объемах окислительной смеси достаточно двух
«холостых» проб для серии проб воды.
Вычисление результатов. Вычисление количества кис-
лорода, затрачиваемого на окисление органического вещества, содержа-
щегося в 1 л исследуемой воды, проводится по формуле:
о , ч 1000
ж = 8 • н.^—rii). — ,
где п1 — миллилитры раствора (NH4)2Fe(SO4)2, израсходованные при тит-
ровании пробы воды, а п2 при титровании «холостой» пробы; н. — нормаль-
ность раствора (NH4)2Fe(SO4)2; V — объем воды, взятой на определение;
8 — эквивалент кислорода, по которому рассчитаны все применяемые рас-
творы.
П р име р.
Взято на определение 200 мл воды и 10 мл сернокислого раствора К2Сг2О7. При.
титровании оставшегося после окисления сухого остатка воды сернокислого раствора
К2С2О7 израсходовано 21.40 мл, а на титрование холостой пробы — 23.43 мл раствора
(NH4)2Fe(SO4)2 с нормальностью 0.195.
1000
а; = 8 0.195 • (23.43— 21.40) • эдд = 15.9мг О2/л.
Определение нормальности р а с т в о р a (NH4)2Fe(SC)4)2.
Пипеткой отмеривают в коническую колбу объемом 200 мл 25 мл 0.1 н.
раствора К2Сг2О7, добавляют 10 мл раствора H2SO4 (1 : 1), 2.5 мл фосфор-
ной кислоты, 3 капли раствора дифениламина, доводят объем дистилли-
рованной водой примерно до 100 мл и титруют его раствором (NH4)2Fe(SO4)2.
до переходной окраски из синей в темно-зеленую. Нормальность раствора
(NH4)2Fe(SO4)2 определяется по формуле:
а
Н»т - 9
1 П
раствора К2Сг2О7, содержимое переносится в коническую колбу на 150 мл, причем
остатки хромовой смеси с бюкса смываются в колбу при титровании) дистиллирован-
ной водой.
ИССЛЕДОВАНИЕ ФИЗИЧЕСКИХ И ХИМИЧЕСКИХ СВОЙСТВ ВОДЫ
253
где: н.4 — нормальность раствора (NH4)2Fe(SO4)2; н.2 — нормальность
раствора К2Сг2О7; п и а — соответственно количество миллилитров этих
растворов, израсходованное при титровании.
Применяемые растворы. 1. Сернокислый — 0.4 н. рас-
твор К2Сг2О7 приготовляется растворением 19.6 г хим. чист. К2Сг2О7
в 500 мл дистиллированной воды, в которую затем, после растворения
К2Сг2О7, постепенно приливают 500 мл хим. чист. H2SO4 (уд. в. 1.84).
Последнюю следует предварительно прокипятить под тягой для окисления
возможных примесей органических веществ.
2. 0.2 н. раствор (NH4)2Fe(SO4)2 приготовляют растворением 78.6 г
соли (NH4)2Fe(SO4)2 (выбирать непожелтевшие кристаллы) в дистиллиро-
ванной воде, в которую затем добавляют 20 мл хим. чист. H2SO4 (уд.
в. 1.84) и доводят до объема 1 л.
3. Раствор дифениламина приготовляется растворением 0.5 г дифенил-
амина в 100 мл хим. чист. H2SO4, которую затем вливают в 20 мл дистил-
лированной воды.
4. 0.1 н. раствор К2Сг2О7 приготовляют из перекристаллизованного
К2Сг2О7, который предварительно сушится до постоянного веса в сушиль-
ном шкафу при температуре 180—200°. Полученный препарат сохраняют
в бюксе в эксикаторе, отвешивают точно 4.9020 г препарата, растворяют
в дистиллированной воде в мерной колбе объемом 1 л, и после растворения
доводят раствор до метки.
5. Фосфорная кислота (Н3РО4) употребляется химически чистая
80°/о-я (или 60%-я).
6. Раствор H2SO4 (1 : 1) приготовляется приливанием (постепенно)
хим. чист. H2SO4 (уд. в. 1.84) к равному объему дистиллированной воды
(осторожно).
Посуда: 1) колбы конические объемом 150 мл — несколько; 2) пи-
петки объемом 10 мл — 2; 3) пипетка объемом 15 мл — 1; 4) колпачок-
холодильник1 — несколько.
.finpede пение содержания железа (Ее)
Принцип метода. Количественное определение Fe по дан-
ному методу основано на способности ионов F"’ образовывать с роданистым
ионом интенсивно окрашенное в красный цвет комплексное соединение,
определяемое далее колориметрическим методом:
2FeCl3 4- 6KCNS = Fe[Fe(CNS)6] + 6КС1.
Метод является весьма чувствительным и позволяет непосредственно
определять Fe при содержании его еще при 0.02 мг/л. Точность опреде-
ления около 5%, погрешность несколько возрастает при очень малом со-
держании Fe. Определяя сначала трехвалентное железо, а затем, окислив
Fe" в Fe'”, — сумму их, можно найти (по разности) содержание Fe".
Предварительные указания. Данный метод применим
для вод различной минерализации. Неустойчивость железа в растворе
и легкость перехода из одной формы в другую вынуждают предпринимать
ряд мер для стабилизации его в растворе.
1 Колпачки-холодильники необходимо держать в полной чистоте, обрабатывать
при мытье хромовой смесью. Хранить их следует под стеклянным колпаком, предохра-
няя от загрязнения. . . . .
254
О. А. АЛЕКИН
Наилучшие результаты количественного определения всех форм железа
получаются при чистой бесцветной воде и при определении железа или
хотя бы Fe” сразу же после взятия пробы. В случае необходимости со-
хранения пробы воды при отсутствии у ней цветности и мутности сроком
до 1 месяца ее необходимо законсервировать добавлением H2SO4 (2 мл
25%-го раствора на 0.5 л). При наличии у воды значительной цветности
за счет содержания гуминовых веществ подобная консервация надежна
на срок до 2 суток, после чего содержание отдельных форм меняется, хотя
общее содержание Fe остается постоянным.
В присутствии взвешенных минеральных частиц, из которых при под-
кислении железо может перейти в раствор, определение железа значи-
тельно осложняется. Для раздельного определения Fe" и Fe'" в этом слу-
чае следует с помощью сифона взять отдельную пробу воды в склянку
объемом 100—250 мл с притертой пробкой, наполнив ее полностью без
пузырьков воздуха. Затем в склянку, опуская до дна пипетку, вводят от 3
до 10 мл, в зависимости от объема склянки, раствора ацетатного буфера.
Склянку закрывают пробкой, взбалтывают и воду перед анализом филь-
труют через фильтр «синяя лента», который должен быть предвари-
тельно промыт 1%-м раствором НС1 и опробован на отсутствие железа
в фильтрующейся через него дистиллированной воде.
При анализе проб воды, консервированных ацетатом, надо для выравни-
вания кислотности применять при колориметрировании дистиллирован-
ную воду с добавлением такого же количества ацетата, как и в исследуемой
воде.
Если требуется при наличии минеральных взвесей определить только
общее содержание железа, то можно не брать отдельной пробы, а, взбол-
тав воду в бутылке для равномерного перемешивания взвесей, быстро-
отобрать из нее 100 мл, подкислить их 1.0 н. раствором НС1 до pH около
5 и профильтровать.
При наличии естественной окраски воды, мешающей колориметри-
рованию, надо в стандарт, приготовленный на дистиллированной воде,,
добавить после введения 2 мл раствора НС1 несколько капель свежепри-
готовленного настоя чая до выравнивания цвета. Можно также устранить
влияние естественной окраски воды с помощью набора стекол, покрытых
окрашенной желатиной. При очень большом содержании гумусовых ве-
ществ, сильно окрашивающих воду, 50 мл воды выпаривают досуха в фар-
форовой чашке, остаток слегка прокаливают, охлаждают, смачивают-
1 мл концентрированного раствора НС1, добавляют 10—15 мл дистилли-
рованной воды, подогревают и отфильтровывают раствор в мерную колбу
объемом на 50 мл. Обмывают чашку и фильтр, нейтрализуют аммиаком
и доводят раствор в колбе до метки, после чего его подвергают анализу..
В этом случае, разумеется, производится определение только суммар-
ного Fe.
При содержании в анализируемой воде суммарного железа более-
2 мг Fe/л ее следует предварительно разбавить дистиллированной водой.
Определение общего железа. В химические стаканы
объемом по 100 мл отмеривают в один 50 мл анализируемой воды, а в дру-
гой 50 мл дистиллированной воды. Добавляют в оба стакана примерно по
0.1 г сухого персульфата аммония, по 2 мл концентрированного раствора
НС1 и по 1 мл раствора KCNS. Переливают исследуемую воду в один из-
цилиндров для колориметрирования, а дистиллированную воду с добав-
ленными реактивами — в другой, затем сравнивают их окраску. При на-
личии в исследуемой воде окраски, заметной по сравнению с дистиллиро-
ИССЛЕДОВАНИЕ ФИЗИЧЕСКИХ И ХИМИЧЕСКИХ СВОЙСТВ ВОДЫ
255.
ванной водой, добавляют по каплям в дистиллированную воду из бюретки
стандартный раствор железа до совпадения цветов в обоих цилиндрах.
Перед сравнением окрасок цилиндры надо закрывать пробками и переме-
шивать жидкости перевертыванием, сравнивая цвета жидкостей на бе-
лом фоне.
При серийных определениях, чтобы избежать подливания при каждом
определении в бюретку раствора стандарта, удобно обработать пробы воды
сразу в нескольких стаканчиках и начинать определение с того образца
воды, где развилась окраска наименьшей интенсивности.
Вычисление результатов. Содержание железа опреде-
ляется по следующей формуле:
„ 1000 „ ,
ж = п • Т • -у— мг Fe/л,
где п — количество мл стандартного раствора железа, израсходованного1
для уравнения окрасок; Т — титр стандартного раствора железа в мг Fe;
V — объем воды, взятый для определения.
Пример.
Взято на определение 50 мл воды, добавлено до уравнения окрасок 0.85 мл стан-
дартного раствора железа с титром 0.02 мг Fe. Имеем содержание Fe:
1000
х =0.85 • 0.02 • -эд-= 0.34 мг Fe/л.
Определение окисного железа (Fe’"). Определение
Fe’" производится совершенно так же, как и общего железа, только в дан-
ном случае не добавляется персульфат аммония, окисляющий Fe" в Fe’".
Применяемые растворы. 1. Стандартный раствор железа
приготовляется из железокалиевых квасцов [Fe2(SO4)3 • K2SO4 • 24H2O]i
или железоаммонийных квасцов [FeNH4(SO4)2 • 12Н2О], которые должны
быть светло-фиолетового цвета, а не бесцветные, что указывает на потерю1
кристаллизационной воды. Отвешивают точно 0.4506 г железокалиевых
квасцов или 0.4318 железоаммонийных квасцов и растворяют в дистил-
лированной воде в мерной колбе на 500 мл. После растворения добавляют
3 мл концентрированного раствора НС1 и доводят объем до метки. 1 мл
этого раствора содержит 0.1мг Fen является основным стандартом. Для
работы его разбавляют до содержания 0.02 мг Fe/мл путем отмеривания
пипеткой 100 мл основного раствора и разбавления дистиллированной во-
дой до метки в колбе на 500 мл.
Для приготовления стандарта можно употребить соли закисного же-
леза, например весьма устойчивую ( в сухом состоянии) соль Мора
[(NH4)2Fe(SO4)2 • 6Н2О]. Для этого отвешивают 0.3511 г этой соли, раство-
ряют в небольшом количестве дистиллированной воды в мерной колбе на
500 мл, добавляют 5 мл концентрированной H2SO4 и титруют раствором
КМпО4 до еле заметного порозовения жидкости. Излишек КМпО4 можно
уничтожить добавлением Na2C2O4. После этого доводят раствор до метки.
2. Раствор роданида (K.CNS или NH4CNS) приготовляется растворением
150—180 г соли в 100 мл дистиллированной воды.
3. Соляная кислота (НС1) химически чистая, концентрированная
(уд. в. 1.19) должна быть свободна от примесей железа.
4. Персульфат аммония [(NH4)2S2O8] хим. чист., сухой; может быть
заменен насыщенным раствором КС1О3, но в этом случае пробу воды после
добавления 1 мл насыщенного раствора КС1О3 надо в течение 15 мин.,
подогреть на водяной бане и затем остудить.
:256
О. А. АЛЕКИН
s Все применяемые при определении железа реактивы должны быть
проверены на отсутствие в них примесей железа. На присутствие послед-
него в реактивах указывает наличие окраски в цилиндре с дистиллиро-
ванной водой до прибавления в него стандартного раствора железа. Очень
слабое окрашивание не имеет значения, так как эта окраска уравновеши-
вается в обоих цилиндрах.
5. Ацетатный буферный раствор готовится растворением 82 г, безвод-
ного ацетата натрия в дистиллированной воде, в которую после растворе-
ния добавляют 380 мл 80%-й уксусной кислоты, после чего смесь доводят
дистиллированной водой до 1 л.
Посуда: 1) бюретка на 10 мл с делениями через 0.05 мл, со стек-
лянным краном — 1; 2) пипетка на 2 мл —1; 3) пипетка на 1 мл — 1;
4) цилиндры для колориметрирования со стеклянными или резиновыми проб-
ками, объемом 50—100 мл — 2; 5) стаканы химические на 100 мл — 2
(при серийной работе больше).
При специальной обработке пробы воды (при наличии у ней естествен-
ной окраски и минеральной мути) количество необходимой посуды соответ-
ственно увеличивается.
Определение содержания иона аммония
Принцип метода. Количественное определение иона NH4
«основано на его способности образовывать со щелочным раствором йоди-
стой ртути окрашенные в желтый цвет соединения йодистого меркурам-
мония:
2K2Hg J4 + NH3 + КОН = N H2Hg2 J3 + 5K J + H2O.
Выделившийся в виде'^суспензированной взвеси иодистый меркур-
аммоний в зависимости от количества NH4 придает раствору окраску от
желтой до красно-бурой. При очень большом содержании выпадает буро-
ватый осадок. Этим методом можно определять присутствие сотых долей
мг NH*/n. При этом методе определяется не только ион аммония но и ам-
миак, входящий в некоторые белковые соединения, находящиеся в воде
(так называемый альбуминоидный аммиак).
Предварительные замечания. Определению мешает
значительная цветность воды, поэтому в этом случае надо применить меры,
устраняющие влияние цветности (стр. 245).
При значительном содержании NH4 (свыше 1 мг/л) получающаяся
с реактивом окраска настолько интенсивна, что колориметрирование за-
труднено; в этом случае анализируемая вода должна быть предварительно
разбавлена безаммиачной дистиллированной водощ
Во время определения NH4 необходимо соблюдать большую осторож-
ность, чтобы не ввести его в раствор извне, так как в воздухе лаборатории
обычно присутствуют следы NHg.
Чтобы не изготовлять лишнего количества стандартов, важно предва-
рительно знать примерное содержание NH4 в исследуемой воде. Для
этого в пробирку приливают 10 мл исследуемой воды, 0.2—0.3 мл 50%-го
раствора сегнетовой соли и 0.2 'мл щелочного раствора иодистой ртути.
Через 10 мин., а для воде содержанием NH4 меньше 0.2 мг ЫН4/л через
15—20 мин., примерное содержание NH4 определяется на основании ско-
рости и интенсивности появления окраски согласно указаниям, приве-
денным в табл. 10.
ИССЛЕДОВАНИЕ ФИЗИЧЕСКИХ И ХИМИЧЕСКИХ СВОЙСТВ ВОДЫ
257
Таблица 10
Указания для определения аммонийного иона
Окрашивание при рассмат- ривании пробирки сбоку Окрашивание при рассматривании пробирки снизу Содержание nh; (мг/л)
Нет. Нет. Чрезвычайно-слабо-желтова- тое. Очень слабо-желтоватое. Светло-желтое. Желтое. Мутноватое резко-желтое. Нет. Чрезвычайно слабо-желтоватое. Слабо-желтоватое. Желтоватое. Желтое. Интенсивно-буровато-желтое. Бурое, раствор мутный. Менее 0.05 » 0.1 » 0.25 » 0.5 » 2.5 » 5.0 » 10.0
Ход определения. Перед определением NH4’ которое целе-
сообразно производить серийно для нескольких образцов воды, приго-
товляются стандартные растворы с точным содержанием NH4. Выбор
стандартных растворов должен быть произведен сообразно результатам
предварительного определения NH4’. При приготовлении этих растворов
руководствуются данными, приведенными в табл. 11.
Таблица 11
Приготовление растворов для определения аммонийного
иона
Количество 2-го запасного раствора NH^ при разведении до 100 мл (в мл) Соответ- ствует содержанию мг NHj/л Количество 2-го запасного раствора NH4 при разведе- нии до 100 мл (в мл) Соответ- ствует содержанию мг HN^/л
0.1 0.005 7.0 0.35
0.2 0.01 10.0 0.5
0.4 0.02 15.0 0.75
0.7 0.035 20.0 1.0
1.0 0.05 50.0 0.5
2.0 0.1 75.0 0.75
4.0 0.2
Отмеривание 2-го запасного стандарта производится при малых коли-
чествах микропипеткой, а затем пипетками или бюреткой в мерные колбы
на 100 мл, которые затем доливаются до метки безаммиачной водой.
После подготовки стандартов пробы воды также разливаются по мер-
ным колбам на 100 мл и во все колбы, как со стандартом, так и с исследуемой
водой, приливается по 2 мл раствора сегнетовой соли и затем, по возмож-
ности одновременно, по 2 мл щелочного раствора иодистой ртути. Колбочки
закрываются, и жидкости в них перемешиваются. Через 10 мин. при-
ступают к колориметрированию, переливая из мерных колб стандарт
в один цилиндр, а исследуемую воду в другой, подбирая стандарт, наиболее
близкий по цвету к воде. В случае несовпадения окрасок при рассматри-
вании цилиндров сверху из цилиндра с более интенсивной окраской жид-
17 Жизнь пресных вод, т. IV, ч. 2
258
О. А. АЛЕНИН
кость отливается до тех пор, пока окраски при рассматривании сверху не
уравняются. Отсчитывают высоту столбов жидкости в цилиндрах, которые
не должны отличаться друг от друга более чем на 20%. Повторяют опре-
деление, приливая жидкость в цилиндр до уравнения окраски, и за резуль-
тат определения берут среднее.
Вычисление результатов. Содержание NH\вычисляется
по следующей формуле:
„ Н 1000 АТТГ
х = С —р- мг НН4/л,
где С — содержание NH4‘ в мг/л в стандарте, Н и h — высоты столбов
в цилиндрах для колориметрирования соответственно со стандартом и ис-
следуемой водой; V — объем исследуемой воды в миллилитрах (не считая
объем дистиллированной воды, прилитой при разбавлении, если послед-
нее производилось).
Пример.
В ходе колориметрирования 100 мл воды высота столбов при уравнении окрасок
была у цилиндра со стандартом 85, а с водой 104. Стандарт содержал 0.20 мг МИ47Л-
Имеем:
„ „ 85 1000 „ „ •,
х = 0.20 • • -jqq = 1.63 мг NH^'n.
Применяемые растворы. 1. Для приготовления стандарт-
ных растворов хлористого аммония (NH4C1) отвешивают на аналити-
ческих весах 0.7414 г предварительно высушенного при 105° хим. чист.
NH4C1, растворяют в небольшом количестве свободной от NH3 дистилли-
рованной воды в мерной колбе на 500 мл и после растворения, добавив
для консервации 1 мл хлороформа, доводят объем водой до метки. Этот
раствор содержит 500 мг НЩ/л. Для приготовления 2-го запасного рас-
твора отбирают пипеткой 5 мл основного запасного раствора в мерную,
колбу на 500 мл, добавляют 1 мл хлороформа и доливают до метки дистил-
лированной водой, не содержащей NH3. Этот раствор содержит 5 мг МЩ/л,
и из него, как указано выше, приготовляются рабочие стандартные рас-
творы.
2. Щелочной раствор иодистой ртути приготовляется следующим обра-
зом. В стакане объемом 1 л растворяют в 500 мл безаммиачной дистил-
лированной воды 80 г K.J и 115 HgJ2. После тщательного перемешивания
приливают 500 мл 6 н. раствора NaOH и осадку дают осесть в течение не-
скольких дней (в темноте), после чего сливают прозрачный раствор в тем-
ную склянку с резиновой пробкой. Для качественных реакций с визуаль-
ной оценкой данный реактив разбавляется вдвое беззаммиачной дистил-
лированной водой. Выпадение осадка не портит реактива, следует только
для определения осторожно отбирать сверху прозрачную жидкость. Сам
реактив имеет слабо-желтую окраску.
3. Дистиллированная вода должна для всех растворов при определении
NH4 быть очищенной от NH3. Для этого в обычную дистиллированную
воду добавляют 1—2 мл концентрированной H2SO4 и несколько кристал-
ликов КМпО4 и перегоняют ее затем при помощи холодильника. Дистил-
лят отгона не содержит NH3. То же самое можно достигнуть продолжи-
тельным кипячением дистиллированной воды с 1 мл щелочной смеси (15 г
NaOH и 15 г Na2CO3 в 100 мл воды).
4. Сегнетова соль (KNaC4H4O6-4 Н2О). 50 г кристаллической сегнето-
вой соли растворяют при нагревании в дистиллированной воде, доводят
ИССЛЕДОВАНИЕ ФИЗИЧЕСКИХ И ХИМИЧЕСКИХ СВОЙСТВ ВОДЫ
259
объем до 100 мл, фильтруют, добавляютб мл 10%-го раствора NaOH, пол-
часа кипятят для удаления следов NH3, и затем раствор доводят снова
до объема 100 мл.
Посуда: 1) цилиндры для колориметрирования — 2; 2) пипетки на
2 мл — 2; 3) микропипетка па 2 мл или на 5 мл — 1; 4) колбы мерные на
100 мл (выше метки должно помещаться еще 4 мл) — несколько штук
(не менее 3); 5) бюретка на 25 мл — 1.
Определение содержания нитритного иона (NO')
Принцип метода. Данный метод количественного определе-
ния NO2' основан на способности первичных ароматических аминов в при-
сутствии азотистой кислоты давать интенсивно окрашенные диазосоеди-
нения. Образование азокраски протекает по сложному уравнению.
Развившаяся розовая окраска сравнивается с окраской, полученной анало-
гичным образом в растворе с известным содержанием нитрита. Метод
обладает очень большой чувствительностью и позволяет определять еще
тысячные доли мг НО2'/л.
Предварительные указания. Количественное опреде-
ление по данному методу производится при содержании NOa' до 0.3 мг
NO27n. При большем содержании NO2Z исследуемую воду разбавляют
в соответствующее число раз.
Для предварительного суждения о содержании NO2' удобно пользо-
ваться визуальной оценкой по качественной реакции. Для этого в опо-
лоснутую несколько раз исследуемой водой пробирку вливают 10 мл ис-
следуемой воды и 1 мл реактива для нитритов и нагревают до 70—80°.
Рассматривая через 10 мин. появившуюся в пробирке окраску на белом
фоне рядом с пробиркой с таким же количеством исследуемой воды, можно
оценить примерное содержание NO2', пользуясь данными табл. 12.
Т а б л и ца 12
Определение содержания нитритного иона
Окрашивание при рас- сматривании пробирки сбоку Окрашивание при рас- сматривании пробирки сверху Содержание no'2 (в мг/л)
Нет. Нет. Менее 0.001
Нет. Очень слабо-розовое. » 0.002
Очень слабо-розовое. Слабо-розовое. » 0.01
Слабо-розовое. Светло-розовое. » 0.05
Светло-розовое. Розовое. » 0.1
Розовое. Сильно-розовое. » 0.2
Сильно-розовое. Красное. » 0.5
Красное. Ярко-красное. » 1.0
В случае наличия у воды естественной окраски необходимо прибегать
к компенсации цвета воды светофильтрами (стр. 245) или при очень большой
цветности воды производить предварительную коагуляцию воды (стр. 244).
Из-за неустойчивости NO2' в растворе определение его необходимо
производить как можно быстрее, не позже чем через 2—3 сутоз после взя-
тия пробы воды.
17*
260
О. А. АЛЕКИН
Высокая чувствительность метода заставляет соблюдать при определе-
нии NO/ особую осторожность, во избежание занесения NO/ извне. Необ-
ходимо следить за возможным содержанием N02z в реактивах, дистилли-
рованной воде и закрывать склянки с водой и реактивами, так как в воз-
духе лаборатории нередко присутствуют следы окислов азота.
При колориметрировании нельзя допустить сливания жидкости из
цилиндра до менее 1/:> высоты, а следует применять другой стандарт.
При очень малом содержании NO/, если окраска в исследуемой воде
не появляется в течение 30 минут, пробу воды и стандарт надо подогреть
в одинаковых условиях до 70° и в случае появления окраски охладить
и колориметрировать только с этим стандартом.
Ход определения. Определение NO/ целесообразно произ-
водить серийно — сразу в нескольких пробах воды. Отмеривают по 100 мл
исследуемой воды из каждой пробы в конические колбы на 100—150 мл
и в три такие же колбы рабочие стандарты (см. ниже). Затем по возмож-
ности одновременно во все колбы приливается по 5 мл реактива для опре-
деления нитритов. Колбы закрывают стеклами и оставляют стоять 30—
40 мин. При наличии NO/ в исследуемой воде появляется окраска от
слабо-розовой до красной. Группируют пробы воды, судя по интенсив-
ности развившейся окраски, применительно к соответствующим стандар-
там и приступают к колориметрированию. Для этого переливают исследуе-
мую воду в один цилиндр, а стандарт в другой и, сравнивая их окраску
сверху, сливают из цилиндра с более интенсивной окраской жидкость
обратно в колбу до тех пор, пока окраски в цилиндрах не сравняются по
интенсивности. Повторяют определение, но только приливая теперь жид-
кость в цилиндр до сравнения окрасок. За окончательный результат
берут среднее отсчетов столбов воды в каждом цилиндре.
Вычисление результатов. Искомое содержание NO/
вычисляется по формуле:
„ Н 1000 ктг.' ,
х — - - мг NOg/n,
где С — содержание NO/ в мг/л в рабочем стандарте; Н и h — высоты
столбов в цилиндрах для колориметрирования при сравнении окрасок
соответственно со стандартом и исследуемой водой; V — объем исследуемой
воды в миллилитрах, взятый на определение (исключая количество дистил-
лированной воды, прилитое при разбавлении, если таковое производилось).
Пример.
При колориметрировании 100 мл воды применялся стандарт с содержанием
0.002 мг NO//n. При уравнении окрасок высота столба стандарта была 105, а иссле-
дуемой воды 40. Имеем:
105 1000 ..
ж = 0.002 • jqq = 0.052 мг NO/л.
Применяемые растворы. 1. Стандартные растворы азо-
тистокислого натрия (NaNO2). Основной запасной раствор NaNO2 приго-
товляется растворением навески 0.750 г высушенного при 100° хим. чист.
NaNO2 в дистиллированной воде в мерной колбе на 500 мл до метки. Со-
держание NO/ в этом растворе 1000мг NO//n. Отбирая пипеткой 5 мл этого
раствора и разбавляя дистиллированной водой в мерной колбе на 250 мл
до метки, получаем 2-й запасной раствор с содержанием 20 мг NO//n.
Повторив далее разбавление 5 мл 2-го запасного раствора до 250 мл ди-
стиллированной водой, получим 3-й запасной раствор с содержанием 0.4 мг
NOZ/л. Из этого раствора приготовляются рабочие стандартные растворы
ИССЛЕДОВАНИЕ ФИЗИЧЕСКИХ И ХИМИЧЕСКИХ СВОЙСТВ ВОДЫ
261
для определения. Для того чтобы колориметрировать в пределах от 0.0005
до 0.3 мг ГЮ2'/л, достаточно иметь 3 рабочих стандартных раствора с со-
держанием : 0.1, 0.02 и 0.002 мг КО2'/л. Рабочий стандартный раствор
с содержанием 0.1 мг 1\О2'/л приготовляется отмериванием пипеткой 25 мл
3-го запасного раствора в мерную колбу на 100 мл с доведением до метки
дистиллированной водой; раствор с содержанием 0.02 мг 1\тО2'/л — ана-
логично, разведением 5 мл до 100 мл и с содержанием 0.002 мг КО2'/л —
разведением 0.5 мл стандартного раствора до 100 мл.
2. Реактив для определения нитритов: а)0.2га-нафтиламина растворяют
в нескольких каплях ледяной уксусной кислоты и смешивают с 150 мл
12 % -й уксусной кислоты; 6)0.5 сульфаниловой кислоты растворяют в 150 мл
12%-й уксусной кислоты. Хранят растворы в темных склянках в темноте.
Для работы смешивают оба раствора в равных объемах.
Посуда: 1) цилиндры для колориметрирования на 100 мл с краном —
2; 2) конические колбы на 100—150 мл, лучше если с притертыми проб-
ками — не менее 4; 3) колба мерная на 100 мл — 1; 4) колба мерная на
250 мл — 1; 5) пипетка на 25 мл — 1; 6) пипетка на 5 мл — 1; 7) микропи-
петка на 2 мл — 1; 8) пробирка — 1.
О пред еление содержания нитратного иона (NO')
Принцип метода. Принцип количественного определения
NO3' данным методом основан на колориметрировании окрашенных про-
дуктов реакции, получающихся при взаимодействии дифениламина с нит-
ратным ионом в сильно кислой среде. При этом дифениламин окисляется
азотной кислотой с образованием хиноидной аммониевой соли дифенил-
бензидина, окрашенной в интенсивно синий цвет. Предельная чувствитель-
ность дифениламинового метода — 0.02—0.04 мг NOg'/л, точность 10—20%.
Предварительные указания. Чтобы избежать при
определении приготовления всей шкалы, следует предварительно опре-
делить примерное содержание NO3Z в исследуемой воде. Для этого в про-
бирку наливают 1 мл анализируемой воды, прибавляют 1 каплю раствора
NaGl и осторожно (по стенкам пробирки), избегая перемешивания, при-
ливают 2—3 мл 0.017%-го раствора дифениламина в серной кислоте.
В присутствии NO3Z (в месте соприкосновения растворов) появляется го-
лубое кольцо, скорость появления которого и интенсивность окраски
зависят от содержания NO3Z. Примерное количество последнего можно
определить, руководствуясь данными табл. 13. Пробирку при определе-
нии следует рассматривать на белом фоне.
Для количественного определения NOgz при содержании его до 1 мг/л
употребляется 0.001 %-й раствор дифениламина, при более высоком —
0.005%-й раствор. При содержании NOgz в пределах 0.5—2 мг/л из-за
затруднительности суждения по качественной реакции следует для одной
и той же воды применять оба раствора дифениламина (0.001 %-й
и 0.005%-й).
Определению мешают: интенсивная окраска воды (выше 200° по пла-
тинокобальтовой шкале), железо при содержании его выше 5 мг Fe/л,
нитриты в количестве, большем 0.1 мг NO2'/n (если NO3Z меньше 0.8 мг/л).
При наличии указанных обстоятельств необходимо произвести пред-
варительную обработку воды, а именно: в случае большой цветности
воды и большого содержания железа очистить воду коагуляцией (стр. 244),
а при значительном содержании NO2' — разрушить последний моче-
виной; для этого к 10 мл исследуемой воды прибавляют 20 мг мочевины
262
О. А. АЛЕКИИ
Таблица 13
Определение количества нитратного иона
Характер окраски кольца Содержа- ние NOj/л (в мг) Объем воды для количе- ственного определения (в мл) Употребляемый реактив для количественного определения
Не появляется в течение 5 мин. До 0.5 1.9 Дифениламино- вый (0.001%-й)
Через 5 мин. слабо-голубое кольцо. 1 1.9 То же.
Через 5 мин. явственно-голубое кольцо. 2-3 1.9 Дифениламино- вый (0.005%-й)
Через 1 мин. слабо-голубое кольцо, переходящее через 3—5 мин. в ярко-синее. 5 1.9 То же.
и 1 каплю H2SO4 (уд. в. 1.84), затем проба оставляется на ночь, в течение
которой нитриты полностью разрушаются.
Ход определения. В чистую сухую пробирку приливают
микропипеткой 1.9 мл исследуемой воды, 0.1 мл раствора NaCl и 5 мл
раствора дифениламина, концентрация которого выбирается в зависи-
мости от ожидаемого содержания NO3' (см. табл. 13), после чего содержи-
мое перемешивается стеклянной мешалкой (см. ниже). Через 1.5—2.5 часа
окраска сравнивается (в соответствующем диапазоне) с окраской одновре-
менно приготовленной шкалы стандартов. Стеклянная мешалка для каж-
дого образца воды должна применяться отдельная.
Вычисление результатов. Результаты определения на-
ходятся непосредственно по шкале, на каждой пробирке которой нанесено
содержание NO3' (в мг/л). Если цвет жидкости в пробирке с исследуемой
водой является промежуточным между цветами двух пробирок шкалы,
то содержание NO3' находится интерполяцией.
При наличии нитритов до 0.2 мг NO2' л (если они не разрушены пред-
варительно) необходимо из найденного содержания NO3' вычесть экви-
валентное содержание NO2'.
Применяемые растворы. 1. 0.001%-й раствор дифенила-
мина приготовляется растворением 10.0 мг дифениламина в мерной колбе
в 150 мл дистиллированной воды, в которую прилито около 50—100 мл
хим. чист, концентрированной H2SO4. После растворения дифениламина
колба наполняется до метки концентрированной H2SO4.
Если H2S04 загрязнена азотной кислотой (раствор дифениламина
окрашен в голубой цвет), то перед растворением дифениламина ее следует
очистить кипячением в течение 15—20 мин с КС1 (5 г на 1 л).
Кроме того, необходимо проверить раствор дифениламина на отсут-
ствие в нем восстановлений, которые могут препятствовать окислению
дифениламина. Это заметно по полному отсутствию окраски в пробирках
стандартной шкалы с малым содержанием нитратов (0.05 мг Г4О3'/л).
В этом случае для окисления восстановителей надо в приготовленный рас-
твор дифениламина приливать небольшими порциями (по каплям) один из
стандартных растворов KNO3 до появления едва заметной голубоватой
окраски, имея в виду при этом, что максимум окраски развивается не
сразу, а через некоторое время (от 15 мин. до 2 часов). Поэтому лучше
подобрать требуемое количество KNO3 на отдельной порции раствора
ИССЛЕДОВАНИЕ ФИЗИЧЕСКИХ И ХИМИЧЕСКИХ СВОЙСТВ ВОДЫ
263
.дифениламина, а затем отмерить его сразу на весь объем приготовленного
раствора дифениламина. Раствор дифениламина сохраняется в темной
склянке со стеклянной пробкой.
2. О.ОО5°/о-й раствор дифениламина приготовляется аналогично
0.001°/о-му раствору дифениламина, с той лишь разницей, что навеска
дифениламина берется в 50 мг.
3. О.О17°/о-й раствор дифениламина приготовляется аналогично пре-
дыдущим растворам. Навеска берется равной 170 мг.
4. Раствор хлористого натрия (NaCl) приготовляется растворением 20 г
хим. чист. NaCl в дистиллированной воде в мерной колбе на 100 мл, после
чего раствор доводится водой до метки.
5. Мочевина [CO(NH2)2] — химически чистая.
6. Приготовление стандартной цветной шкалы. Отвешивается на
аналитических весах 0.3261 г KNO3 и растворяется в дистиллированной
воде в мерной колбе на 1 л с последующим доведением раствора до метки.
Этот раствор является запасным и содержит в 1 л 200 мг NO/. Отобрав
пипеткой 25 мг этого раствора в мерную колбу на 500 мл, добавляют
туда 0.5 мл насыщенного раствора сулемы (для консервации) и доводят
дистиллированной водой до метки. Полученный раствор является 2-м
запасным стандартным раствором и содержит в 1 л 10 мг NO/. Из послед-
него раствора приготовляются рабочие стандартные растворы. Для этого
в мерные колбы на 100 мл отмеривают пипеткой или бюреткой указанные
в табл. 14 количества миллилитров 2-го запасного раствора. Затем в каж-
дую из колб добавляют по 3 капли насыщенного раствора сулемы и по
5 мл раствора NaCl. Колбы наполняют до метки дистиллированной водой.
Таблица 14
Приготовление раствора для определения нитратного иона
2-й запасной раствор (мл) Содержание мг NOg/л 2-й запасной раствор (мл) Содержание мг NOg/л
0.50 0.05 10.00 1.00
1.00 0.10 15.00 1.50
2.00 0.20 20.00 2.00
3.00 0.30 30.00 3.00
4.00 0.40 40.00 4.00
5.00. 0.50 50.00 5.00
7.50 0.75
Полученные рабочие растворы могут сохраняться только несколько
дней и применяются для приготовления стандартной шкалы (фиг. 13).
Для этого в чистые сухие пробирки (до 15 штук) равного диаметра при-
ливают по 2 мл каждого из рабочих растворов и (осторожно по стенкам
пробирок) по 5 мл раствора дифениламина соответствующей концентра-
ции. По заполнении всех пробирок содержимое их быстро и по возмож-
ности одновременно перемешивается стеклянными трубочками с взду-
тыми на конце шариками, причем следует переносить одну и ту же мешалку
(не ополаскивая водой) из растворов меньшей концентрации в более креп-
кие, но не наоборот. Через 1.5—2 часа можно сравнивать окраску исследуе-
мой воды с данной шкалой. Наибольшей интенсивности окраска достигает
•через 2.5 часа, после чего цвет стандартных растворов с малой концентра-
264
О. А. АЛЕКИН
цией N03' начинает сглаживаться. Приготовление данной шкалы (при-
ливание раствора дифениламина) производится одновременно с обработ-
кой испытуемых проб воды. Определение поэтому выгодно производить
для серии проб воды. После определения шкала выливается и для новой
серии проб изготовляется новая шкала.
Посуда: 1) пробирки одинакового диаметра из белого стекла,
объемом 15 мл — 25—30; 2) микропипетки с делением 0.01 мл — 3; 3) пипетка.
Фиг. 13. Штатив с пробирками и стеклянная мешалка
для приготовления стандартной шкалы при колоримет-
рическом определении NO3.
на 5 мл — 1; 4) мешалки стеклянные — несколько штук; 5) колбы мерные,
объемом 50 мл — несколько штук; 6) бюретка, объемом 50 мл — 1.
Определение содержания фосфора (Р)
Формы фосфора. В растворенном состоянии в природной воде
соединения фосфора находятся в виде ионов ортофосфорной кислоты
(минеральный фосфор) и в органических соединениях (органический фос-
фор).
Кроме растворенного фосфора в природной воде, фосфор находится
во взвешенных частицах как минерального, так и органического проис-
хождения. Легкость перехода фосфора из растворенного состояния в не-
растворимое и наоборот, что имеет место при жизнедеятельности организ-
мов в естественных условиях, заставляет изучать содержание фосфора
в воде во всем многообразии его форм, и только при подобном подходе
можно получить полную картину баланса фосфора в природных водах.
Обозначая содержание отдельных форм фосфора через соответствующие
индексы, валовое содержание фосфора в воде можно выразить уравнением:
Р ______ робщ. I рОбЩ. _ /рМИН. I рорг. \ I /рМИН. I
Т вал. — 17 раст. р -снерает. — к-17 раст. "т" -Траст./ “г нераст* ~]~
I рорг. \__рМИН. j рорг.
_г- а нераст.)—37 ""Г
ИССЛЕДОВАНИЕ ФИЗИЧЕСКИХ И ХИМИЧЕСКИХ СВОЙСТВ ВОДЫ
265-
Для того чтобы получить содержание фосфора каждой из указанных
форм, достаточно произвести следующие определения: 1) валового фосфора
(Рвал.), 2) растворенного общего фосфора (Рраств.), 3) растворенного
минерального фосфора (Рраст.) и 4) минерального фосфора (суммарного
растворенного и перастворепного) (рмип.)
Обычно в гидрохимической практике определяют только растворен-
ный минеральный фосфор (фосфаты), что при несложности определения
все же дает некоторое представление о содержании фосфора в воде.
Принцип метода. В основе данного метода определения фос-
фора в природных водах лежит способность фосфатов образовывать
с соединениями шестивалентного молибдена комплексные соли, окра-
шенные в синий цвет:
2(МоО.2 • 4МоО3) + Н3РО4 = (МоО2 • 4МоО3)2 • Н3РО4.
Определение производится колориметрическим методом — сравнением,
со стандартом с известным содержанием фосфатов.
Для перевода органического фосфора в неорганический растворимый
органические вещества разрушают нагреванием с концентрированной
серной кислотой. Нерастворенный в воде минеральный фосфор в кислой
среде переходит в растворимое состояние без нагревания.
Предварительные указания. Легкость перехода из
одной формы в другую требует выполнения ряда операций для разделения
отдельных форм фосфора, а также непосредственного определения некото-
рых из них в ближайшее время.
Для определения различных форм фосфора берется общая проба, ко-
торая в течение ближайших 2—3 часов подвергается следующему разде-
лению:
1. Для определения валового фосфора из общей пробы (после сильного
встряхивания) отбирают 100 мл в склянку с притертой пробкой, затем
добавляют 2 мл концентрированной H2SO4 и, плотно закрыв пробкой,,
сохраняют пробу до последующего определения.
2. Для определения общего растворенного фосфора после энергичного
встряхивания бутыли отбирают из нее 250 мл воды, фильтруют через
плотный беззольный фильтр (синяя лента), который следует предвари-
тельно 2—3 раза промыть разбавленной (1 : 20) H2SO4 и затем несколько
раз ополоснуть дистиллированной и исследуемой водой.
Отбирают пипеткой 100 мл фильтрата в чистую и сухую (предварительно
выщелоченную паром) склянку с притертой пробкой, добавляют 2 мл
концентрированной H2SO4, и проба в таком виде может сохраняться про-
должительное время. Другую часть фильтрата переливают в отдельную
склянку и сохраняют для определения растворенного минерального
фосфора (фосфатов), который необходимо определить в ближайшие 2—
3 часа после взятия пробы воды из водоема.
3. Для определения суммарного минерального фосфора энергично
взбалтывают бутылку с общей пробой воды и отмеривают пипеткой 100 мл
воды в отдельную склянку. Добавляют 2 мл концентрированной H2SO4_
и через 12 часов фильтруют через обработанный вышеуказанным способом
плотный беззольный фильтр. Первую порцию фильтрата отбрасывают,
а последующие собирают в предварительно выщелоченную паром
склянку с притертой пробкой и сохраняют для последующего опреде-
ления.
.266
О. А. А ЛЕНИН
Определение минерального растворенного
фосфора
Ход определения. В склянки объемом 120—150 мл отмери-
вают из каждой пробы по 100 мл профильтрованной (см. выше) исследуе-
мой воды, а в 2—3 склянки — по 100 мл дистиллированной воды, в кото-
рую предварительно добавлено определенное количество рабочего раствора
КН2РО4. Количество миллилитров рабочего раствора фосфата, добав-
ляемое в дистиллированную воду, зависит от ожидаемого в исследуемой
воде содержания фосфатов.
В каждую из склянок с исследуемой водой и раствором фосфата при-
ливают по 2 мл молибденового раствора и по 2 капли раствора хлористого
олова, склянки закрывают пробками, и содержимое их перемешивают.
В присутствии фосфатов жидкость в склянках окрашивается в голубой
цвет, интенсивность которого зависит от их концентрации.
Через 5 мин. окрашенная исследуемая вода переливается в один из
цилиндров для колориметрирования, а в другой цилиндр вливается тот
раствор фосфата, который наиболее близок по окраске к данной пробе.
Затем, сравнивая сверху окраски жидкостей в обоих цилиндрах, сливают
(через край) жидкость из цилиндра с более интенсивной окраской до
выравнивания окрасок в обоих цилиндрах. Если для этого приходится
-сливать больше половины цилиндра, то следует взять другой стандартный
раствор фосфата, с соответственно большим или меньшим содержанием
фосфата.
По достижении одинаковой окраски измеряют высоту столбов жидкости
в цилиндрах. Определение фосфатов удобно производить в серии проб,
однако количество проб должно быть таким, чтобы колориметрирование
гих заняло не более 30 мин.
Если исследуемая вода окрашена в желтый цвет, затрудняющий срав-
нение окрасок, то перед определением в рабочие стандартные растворы
-фосфатов надо добавить несколько капель настоя чая до совпадения окра-
сок. При колориметрировании в случае несовпадения тона (наличие зеле-
новатых оттенков) окрасок следует еще добавить чаю.
Вычисление результатов. Содержание в воде ионов
•ортофосфорной кислоты выражают в элементарной форме, так как это
удобнее для сравнения содержания отдельных форм фосфора.
Расчет содержания фосфатов производится по формуле:
(Н п 1000\ , (Н .\
+ мгР/л’
где # — отношение высот столбов жидкости в цилиндре со стандартным
раствором фосфата и в цилиндре с исследуемой водой; С — содержание Р
в стандартном растворе фосфата в мг/л; V — объем исследуемой воды;
:у — содержание фосфора в реактивах (см. ниже).
Определение Р в реактивах (у). Некоторые количества
фосфатов часто присутствуют в реактивах, внося погрешность в результат
определения. Величину этого загрязнения устанавливают следующим
образом: в цилиндр для колориметрирования наливают дистиллированную
воду и добавляют 2 мл молибденового раствора и 2 капли раствора SnCl2.
Окраску, появившуюся в дистиллированной воде с реактивами,
сравнивают с окраской наиболее слабого стандартного раствора фос-
•.фата. Выравнивают окраску, сливая раствор из цилиндра, со стандар-
ИССЛЕДОВАНИЕ ФИЗИЧЕСКИХ И ХИМИЧЕСКИХ СВОЙСТВ ВОДЫ
267
том и отсчитывают уровень по шкале цилиндра. Если при этом высота
-столба в последнем будет Н, а в цилиндре с дистиллированной водой h,
•содержание Р' в стандартном растворе фосфата С, то, применяя
вышеуказанные обозначения, у вычисляется по уравнению:
У =10-С'- (дг^г)мг Р/л.
Пример расчета. Для определения Р взято 100 мл исследуемой
воды, при уравнении окрасок в цилиндре со стандартом Н = 60,
а в цилиндре с водой h = 102, содержание Р в стандарте 0.05 мг/л.
При определении поправки на загрязнение при уравнении окрасок
высота столба стандарта с содержанием Р 0.025 мг/л равна 10,
•а столба дистиллированной воды 102.
Следовательно, поправка будет:
у = 10-0.025.-^-7й —0.003 мг Р/л,
а содержание Р в исследуемой воде:
ж = (^. 0.05-Я+ 0.003^- 1) = 0.028 мг Р/л.
\1UZi AUV / \ I OZi /
Вычисление производится до третьего десятичного знака.
Определение общего растворенного фосфора
В колбу Кьельдаля объемом 100 мл вливают в’зависимости от ожидае-
мого содержания общего фосфора 25.5 или 51 мл исследуемой воды, пред-
варительно консервированной H2SO4 (см. выше). Колба устанавливается
в штативе над электроплиткой (максимальная темпера-
тура 700°) под углом 45° на высоте около 10 см от по-
верхности плитки. Содержимое колбы доводится до кипения
и упаривается почти досуха, но так, чтобы над раствором =:
не появились белые пары H2SO4. Затем колба охлаждается
до комнатной температуры, добавляется 2 мл концентриро-
ванной H2SO4, и в горлышко колбы вставляется пробка- / \
холодильник, наполненная водой (фиг. 14). После этого
.колба снова укрепляется над плиткой на высоте 3—4 см от \ /
се поверхности.
Для равномерного стекания конденсирующейся жидко-
сти в колбу и предотвращения бурного вскипания колбу
следует укрепить в горизонтальном положении так, чтобы
конец пробки-холодильника плотно прилегал к стене горла -г2аи-
колбы. Нужно следить за тем, чтобы при выпаривании бе-
лые пары серного ангидрида не проникали через пробку-
холодильник, что может иметь место при несоответствии '—'
размеров пробки и горла колбы. Фиг
Конец сжигания определяется по просветлению жидко- Пробка-хо-
сти, которая вначале имеет бурый цвет. Обычно эта про- лодильник.
цедура сжигания занимает 1—2 часа.
После сжигания колбу Кьельдаля охлаждают (не снимая пробку-
холодильник) и в нее вливают около 5 мл дистиллированной воды для
растворения сплавившихся солей. Затем содержимое колбы Кьельдаля не-
268
О. А. АЛЕНИН
реливают в мерную колбу на 100 мл, куда присоединяют и воду от споласки-
вания колбы Кьельдаля и конца пробки-холодильника. Повторив 2—3 раза
споласкивание колбы и пробки небольшими порциями воды, мерную колбу
на 100 мл доводят до метки, и раствор фильтруют через плотный беззоль-
ный фильтр (синяя лента), предварительно хорошо промытый разбавлен-
ным (1 : 20) раствором H2SO4 (40—50 мл).1 Первая порция фильтрата от-
брасывается, а из последующих отбирают пипеткой 25 или 50 мл раствора
в мерную колбу иа 100 мл. Затем в колбу прибавляют 0.5—1.0 мл 1°/0-го
раствора а-динитрофенола и осторожно (по каплям) нейтрализуют раство-
ром (1 : 10) аммиака до очень слабого желтого окрашивания. Во избежание
выпадения гидратов окиси железа и алюминия тотчас же после нейтрали-
зации прибавляют 1 мл раствора H2SO4 (1 : 10) и объем доводят дистил-
лированной водой до метки. В таком виде раствор является подготовленным
к колориметрированию (см. определение растворенного минерального'
фосфора).
При расчете содержания общего растворенного фосфора (Рраств.)'
следует принимать за V количество исследуемой воды, взятое для сжига-
ния, т. е. 25 или 50 мл (25.5 и 51 мл берутся с учетом объема H2SO4, при-
бавленной при консервации), и уменьшенное во столько раз, во сколько-
был разбавлен раствор перед нейтрализацией по а-динитрофенолу (в 2 или
4 раза).
Определение валового фосфора
Из пробы, консервированной для определения валового фосфора,,
после предварительного энергичного встряхивания склянки быстро от-
бирают пипеткой 25.5 или 51 мл воды и переносят в колбу Кьельдаля.
Затем этот объем воды подвергают операции сжигания с последующим
колориметрированием, совершенно аналогично определению растворенного-
общего фосфора.
Определение минерального суммарного
фосфора
Из пробы, консервированной для определения минерального сум-
марного фосфора, отбирают пипеткой 25.5 или 51 мл воды и вливают-
в мерную колбу на 100 мл. Добавляют затем 0.5—1.0 мл 1%-го раствора
а-динитрофенола и осторожно (по каплям) нейтрализуют раствором ам-
миака (1 : 10) до очень слабого желтого окрашивания, после чего тотчас
прибавляют 1 мл раствора H2SO4 (1 : 10), и раствор доводят до метки
колбы дистиллированной водой. Дальше определение Рмин’ производится
колориметрическим путем точно так, как определение Рраств., причем за.
V при расчете следует принимать 25 или 50 мл.
Определение прочих форм фосфора
Прочие формы фосфора определяются вычислением следующим спо-
собом.
1. Органический растворенный фосфор: Рр?ств. — Рраств. — Рраств.
2. Органический суммарный (растворенный и нерастворенный) фосфор:
рорг. р р
1 1 вал. г мин.-
1 Следует проверять содержание фосфатов в фильтрате после промывания фильтров
и при наличии следов увеличивать количество миллилитров H2SO4 для промывания.
ИССЛЕДОВАНИЕ ФИЗИЧЕСКИХ И ХИМИЧЕСКИХ СВОЙСТВ ВОДЫ
269
3. Органический нерастворенный фосфор: Р2ераств. = Рвал.—(Рраств.+
~|~ Рмин.) •
4. Минеральный нерастворенный фосфор: Рнераств.=Рвал.—(Рраств. +
| рорг. I рорг. ч
I' г раств. “Г а исраств./ ♦
П р и меняемые р а ств о ры. 1. Стандартный раствор фосфата калия
(КН2РО4). Отвешивают на аналитических весах 0.2194г КН2РО4, смывают
навеску в литровую колбу, добавляют для консервации 2 мл хлороформа и
по растворении соли добавляют дистиллированной водой до метки. Рас-
твор содержит 50 мг Р/л и является основным запасным стандартным
раствором. Для приготовления второго стандартного раствора отбирают
пипеткой 10 мл запасного раствора, вливают в мерную колбу на 500 мл,
добавляют несколько капель хлороформа и доводят дистиллированной
водой объем до метки колбы. Этот раствор содержит 1 мг Р/л и непосред-
ственно употребляется при изготовлении рабочих стандартных растворов
фосфата. Обычно бывает достаточно приготовить только два рабочих
стандартных раствора с содержанием 0.05 и 0.005 мг Р/л. Для
приготовления первого из них надо 5 мл второго стандартного рас-
твора развести до 100 мл, а для приготовления второго 0.5 мл развести
до 100 мл. Рабочие стандартные растворы могут сохраняться несколько
дней.
2. Молибденовый раствор (NH4)2MoO4-|-H2SO4. Отвешивают 10 г
хим. чист. (NH4)2MoO4, всыпают в мерную колбу на 100 мл и по растворе-
нии в дистиллированной воде объем доводят до метки. При наличии мути
необходимо раствор нагреть и в случае необходимости отфильтро-
вать.
Для проверки препарата на присутствие фосфора 10 г (NH4)2MoO4
растворяют в смеси 35 мл дистиллированной воды и 15 мл 25°/0-го раствора
аммиака (раствор должен быть прозрачным). Этот раствор постепенно при
встряхивании приливают к 150 мл раствора HNO3 (1 : 3). Жидкость вы-
держивают 2 часа в сушильном шкафу при температуре 40°, и, если при
этом не выпадает желтый осадок, испытуемый препарат годен к употреб-
лению.
Для приготовления молибденового раствора смешивают 1 объем при-
готовленного 10%-го раствора (NH4)2MoO4 с 3 объемами H2S04 (1 : 1).
Раствор недолговечен, и его при наличии посинения следует заменить
новым из приготовленных заранее растворов (NH4)2MoO4 и H2SO4.
3. Раствор хлористого олова (SnCl2). Отвешивают 15 мг хим. чист,
металлического олова (оловянной фольги) и растворяют в пробирке
в 1 мл концентрированного раствора HCI (слегка подогреть);
после растворения добавляют дистиллированной воды до объема 10 мл.
Можно употреблять вместо металлического олова хлористое олово
(SnCl2 • 2Н2О), взяв вместо 15 мг SnCl2 28.5 мг SnCl22H2O.
Раствор, приготовленный из фольги, обычно бывает лучше, чем из соли.
Раствор SnCl2 в обоих случаях пригоден лишь в течение одного дня,
вследствие чего приготовлять его следует перед работой.
4. Серная кислота (H2SO4) — концентрированная, хим. чист,
(уд. в. 1.84).
5. Раствор (1 : 10) серной кислоты приготовляется разбавлением
дистиллированной водой 10 мл концентрированной H2S04 до 100 мл.
6. Раствор (1 : 20) серной кислоты.
7. Раствор (1 : 10) аммиака [NH4OH] приготовляется смешением 10 мл
25%-го аммиака с 100 мл дистиллированной воды.
270
О. А. АЛЕНИН
8. Раствор (1%-й) а-динитрофенола приготовляется растворением
1.0 г а-динитрофенола (или |3- и -у-динитрофенола) в дистиллированной
воде с доведением объема до 100 мл.
Посуда: 1) цилиндры для колориметрирования (лучше удлиненные-
до 35—40 см), с плоским дном, объемом 100 мл, со стеклянным краном —2;.
2) пипетка на 25 мл — 1; 3) пипетка на 10 мл — 1; 4) пипетки на 2 мл — 3;
5) пипетка на 1 мл — 1; 6) пипетки на 2 мл с делениями через 0.01 мл — 2;
7) скляикп безцветпого стекла с пробками — несколько штук; 8) склянки
на 100—150 мл (выщелоченные паром) — 3; 9) капельницы — 2; 10) колба
Кьельдаля на 100 мл — 1; 11) мерные колбы на 100 мл — 3; 12) холодиль-
ник стеклянный (лучше на шлифах) — 1; 13) колба коническая на 200 мл-
15 14) пробка-холодильник (измененная «груша», обычно применяемая
при сжигании по Кьельдалю) — 1; представляет собой пробирку длиной
10 см (в диаметре несколько меньше диаметра колбы Кьельдаля), с раз-
дутьем, которым пробка-холодильник удерживается в горлышке колбы.
Над раздутьем узкий запаянный верх пробки-холодильника имеет ма-
ленькое боковое отверстие, рассчитанное так, чтобы вода из пробки не-
выливалась даже при почти горизонтальном положении.
Определение содержания кремния
Принцип метода. Определение кремния по данному методу
основано на способности соединений кремния образовывать с молибдатами
в присутствиие минеральной кислоты окрашенное в желтый цвет комплекс-
ное соединение — гетерополикислоту: H8Si2(Mo2O7)6. Развившаяся
окраска сравнивается с окраской стандартного раствора хромовокислого-
калия, цвет которого хорошо имитирует цвет гетерополикислоты, с эмпи-
рически подобранной концентрацией соответственно содержанию кремния.
Чувствительность метода около 0.01—0.02 мг Si/л. Точность метода при
содержании 1 мг Si/л около 5%.
Предваритель н ы е указания. Так как цвет образующе-
гося в исследуемой воде комплексного соединения желтый, то наличие
желтоватой естественной окраски у воды может повести к погрешностям
при колориметрировании. При малой цветности (до 10° по Pt-Go шкале) стан-
дартный раствор К2СтО4 разводится на исследуемой или, при недостатке
последней, на дистиллированной воде. При большей цветности необходимо-
учитывать, что приливание раствора НС1 к исследуемой воде вызовет
ослабление цветности, в то время как цветность воды для стандарта,
в которую не добавляется HG1, остается прежней. Поэтому при цветности
исследуемой воды свыше 10° по Pt-Co шкале надо, добавив в 50 мл ис-
следуемой воды 2 мл раствора НС1, другие 50 мл исследуемой воды, пред-
назначенные для стандарта (или, при недостатке ее, дистиллированной
воды), довести компенсацией светофильтрами (см. стр. 245) до цвета^ ис-
следуемой воды после подкисления.
Реакция кремния с молибдатом протекает замедленно; окраска дости-
гает наибольшей интенсивности через 15 мин. после прибавления реакти-
вов, а, в течение следующих 5 мин. она уже начинает ослабевать. На ско-
рость реакции влияет концентрация кислоты, поэтому при определении
следует строго придерживаться указаний о количестве добавляемых
реактивов и времени колориметрирования.
Определению кремнекислоты по данному методу мешают: восстанови-
тели (H2S, Fe"), дающие синюю окраску, а также Fe"' при содержании
свыше 2 мг/л. Окраску, аналогичную кремнекислоте, дают с молибдатом
ИССЛЕДОВАНИЕ ФИЗИЧЕСКИХ И ХИМИЧЕСКИХ СВОЙСТВ ВОДЫ
271
фосфаты и арсенаты, но их присутствие практически сказывается при
содержании свыше 0.1 мг Р/л.
При продолжительном хранении проб в воду может перейти кремне-
кислота из стекла, поэтому для предупреждения этого покрывают внутрен-
ность бутылки тонким слоем парафина. Можно избежать влияния выще-
лачивания стекла, определяя кремний в зафиксированных кислотой
пробах воды. В этом случае воду следует перед определением нейтрализо-
вать 1.0 н. раствором NaOH по лакмусовой бумажке, во избежание лишней
кислотности.
Ход определения. В химические стаканы объемом 100 мл
отмеривают по 50 мл исследуемой воды и по 2 мл раствора НО. В другой
стакан такого же стекла (или несколько стаканов, в зависимости от наблю-
дающегося разнообразия цветности проб^воды, см. выше) отмеривается
50 мл дистиллированной воды и по каплям добавляется крепкий настой чая
до совпадения цвета с подкисленными пробами воды. В стаканы с исследуе-
мой водой приливается по 3 мл раствора молибдата, и пробы для развития
окраски оставляют стоять 15 мин. Через 15 мин. приступают к колори-
метрированию, группируя пробы воды с близкой цветностью к соответ-
ствующей по подкраске дистиллированной воде.
Пробу воды и дистиллированную воду для стандарта переливают
в два колориметрических цилиндра и добавляют в стандарт из бюретки
раствор К2СгО4 до близкого совпадения окрасок в обоих цилиндрах. При-
бавляют в стандарт дистиллированную воду почти до уровня воды в другом
цилиндре и окончательно уравнивают окраску в обоих цилиндрах до-
бавлением раствора К2СгО4 в стандарт.
При серийном определении проб воды целесообразнее для нескольких
проб с одинаковой цветностью начинать колориметрирование пробы
с наименьшей развившейся окраской, используя, таким образом, один
стандарт и не доливая бюретку с раствором К2СгО4.
Вычисление результатов. Количество пошедшего на
уравнение окрасок стандартного раствора К2СгО4 эквивалентно содержа-
нию кремния в исследуемой воде. Вычисление содержания кремния
производится по формуле:
гг, 1000 г, .,
х — п • Т • -у- мг Si/л,
где п — количество миллилитров раствора К2СгО4, пошедшего на уравне-
ние окрасок в цилиндрах; Т — титр раствора К2СгО4, выраженный в эк-
вивалентных (по интенсивности окраски) количествах кремния; V — объем,
исследуемой воды, взятой на определение, т. е. 50 мл. Вычисление про-
изводится до 0.1 мг Si/л.
Если Г=0.1 мг Si, то:
х = 2 - п мг Si/л.
Пример.
Взято на определение 50 мл воды, до совпадения окрасок в цилиндрах прибавлено
1.60 мл раствора К2СгО4 с 7’=0.1 мг Si. Согласно формуле имеем:
ж — 1.60 • 2 = 3.2 мг Si/л.
Применяемые растворы. 1. Стандартный раствор К2СгО4 .
при большом содержании кремния приготовляется растворением 0.567 г
К2СгО4 в дистиллированной воде до объема 100 мл. Титр этого раствора .
0.5 мг Si. При умеренном содержании Si эта же навеска растворяется ,
212
О. А. АЛЕКИН
дистиллированной водой в мерной колбе до 500 мл. Титр в этом случае
будет равен 0.1 мг Si.
2. Раствор молибдата приготовляется растворением 8.3 г молибденово-
кислого аммония l(NH4)eMo7O24-4H2O] в дистиллированной воде с дове-
дением объема после растворения до 100 мл. Надо выбирать невыветрпв-
шиеся кристаллы, избегая применения порошкообразных препаратов,
которые очень плохо растворяются в воде. Раствор молибдата следует
приготовлять в небольших количествах, возобновляя его через 10 дней.
3. Раствор соляной кислоты приготовляется разведением 42 мл хим.
чист. НС1 (уд. в. 1.19) дистиллированной водой до объема 100 мл.
Посуда: 1) колориметрические цилиндры со стеклянными или ре-
зиновыми пробками, объемом 50 мл — 2; 2) бюретка на 10 мл с делениями
через 0.05 мл, со стеклянным краном — 1; 3) пипетка на 3 мл — 1;
4) пипетка на 2 мл — 1; 5) стаканы химические на 100 мл или кониче-
ские колбы — несколько; 6) капельница — 1 (для чая).
Определение содержания гидрокарбонатного
иона (HCO'.j
Принцип метода. Принцип метода основан на том, что при
добавлении к воде, содержащей НСОз, кислоты, НСОз переводится
в Н2СО3, которая распадается далее на СО2 и Н2О.
НСО' + И' Н9С0, СО., + Н.,О.
Одновременно переводится в СО2 и ион СОз, если он присутствует
:в воде:
со; 4- 2Н’ Н2С0„ СО„ + н,о.
О 1 о Д 1 4
Добавив избыток кислоты, гарантирующий .количественный переход
НСОз в СО2 (pH понижается при этом до 3), СО2 удаляется из воды про-
дуванием воздуха, лишенного СО2, после чего избыток кислоты оттитро-
вывается раствором Na2B4O7 в присутствии индикатора метилрот (переход
-окраски при pH около 5.3):
Na2B4O7+2HCl+5H2O = 2NaCl + 4H3BO3.
Вместе с ионами угольной кислоты в данном случае титруются и прочие
-слабые кислоты, находящиеся в природной воде (фосфорная, борная,
кремневая, гумусовые). Поэтому принципиально правильнее определение
НСОз данным методом называть, как это часто и делают, определением
щелочности воды. Раньше величину щелочности выражали через количе-
ство миллилитров 0.1 и. раствора кислоты, необходимых для титрования
100 мл воды, в настоящее время принято выражать через мг-экв. НСОз,
содержащиеся в 1 л исследуемой воды. Однако для большинства природ-
ных вод карбонатная часть щелочности настолько велика относительно
других кислот, что практически может быть принята равной общей ще-
лочности, вследствие чего ее можно выражать не только в виде
мг-экв., но и в виде НСО; мг/л, при условии отсутствия СО3. В присут-
ствии последнего надо из найденного титрованием количества мг-экв.
карбонатной щелочности вычесть полученное специальным определением
{см. определение СОз) содержание СО'з (в мг-экв.).
ИССЛЕДОВАНИЕ ФИЗИЧЕСКИХ И ХИМИЧЕСКИХ СВОЙСТВ ВОДЫ
273
1
Приводимый метод определения НСО3 является весьма точным,
и погрешность его при достаточно большом содержании НСО3' не пре-
вышает 0.5%.
Предварительные указания. Для сравнимости резуль-
татов определения следует придерживаться только данного индикатора —
метплрот, относя тем самым величину НСО3 к pH = 5.3, так как при
индикаторе, изменяющем окраску при ином pH, величины НСО3 будут
не вполне сравнимы между собой.
Необходимо полностью удалять СО2 продуванием в кислой среде,
иначе могут получиться совершенно неверные результаты, так как на
окраску индикатора метилрот влияет
присутствие СО2. Обычно для этого
достаточно в течение 10 мин. проду-
вать через пробу воздух, полностью
лишенный СО2. Продувание должно
быть достаточно интенсивным, однако
не настолько, чтобы создавать опасность
выбрасывания жидкости из колбы. Для
быстроты работы удобно продувать
сразу в нескольких колбах.
Для получения струи воздуха мож-
но пользоваться различными приспо-
соблениями: автомобильной или фут-
больной камерой, в которые предвари-
тельно нагнетается насосом воздух,
водоструйным насосом, воздуходувкой.
Легко осуществить продувание возду-
ха, применяя аспиратор, сделанный
из двух больших сосудов (10—15 л),
соединенных между собой резиновой
трубкой с зажимом (фиг. 15). После
наполнения водой нижней бутыли их
следует поменять местами, а трубку,
идущую от аспиратора, переставить
на другую бутыль. Скорость подачи
воздуха регулируется зажимом, одетым
на резиновую трубку. Нужно добиться полной герметичности соединений.
Для очищения продуваемого воздуха от СО2 его пропускают через
стеклянную трубку (около 0.5 м длиной и 2—2.5 см диаметром), напол-
ненную натронной известью. Для проверки воздуха на отсутствие в нем
СО2 его следует пропустить через раствор Ва(ОН)2, который не должен
от этого мутнеть.
Ход определения. В коническую колбу объемом около 200 мл
отмеривают 100 мл исследуемой воды, 5 капель 0.02°/0-го раствора метил-
рот и из бюретки добавляют такое количество 0.05 н. раствора НС1, чтобы
жидкость приняла красную окраску. Добавив еще избыток (1—2 мл)
раствора НС1, колбу закрывают пробкой, в одно из отверстий которой
вставлена стеклянная трубка, доходящая до дна колбы, и про-
пускают по трубке через жидкость в течение 10 мин. воздух, лишен-
ный СО2. Количество миллилитров прибавленного раствора НС1
записывают. Через 10 мин., не прерывая пропускания воздуха,
вставляют в другое отверстие в пробке кончик бюретки с 0.05 н.
18 Жизнь пресных вод, т. IV, ч. 2
Фиг. 15. Установка для продувания
через раствор воздуха, очищенного
от СО2.
А — аспираторы (бутыли размером от 3
до 15 л); И — стеклянные трубки с погло-
тителем СО4—сухой натронной известью;
К — колба с анализируемой водой; р —
соединительные резиновые трубки; з —
винтовой зажим для регулирования на-
пора.
274
О. А. АЛЕКИН
раствором Na2B4O7 и оттитровывают избыток НС1 (потряхивая колбу)
до перехода окраски от розовой к слегка розовато-желтоватой (желто-
вато-зеленоватая окраска появляется у перетитрованного раствора).
Кончик бюретки при титровании должен не менее чем на 1 см выда-
ваться из пробки в глубь колбы и находиться возможно дальше от трубки
для продувания и от стенок колбы.
Вычисление результатов. Если обозначить нормаль-
ность растворов НС1 и Na2B4O7 соответственно через н.4 и н.2, а коли-
чество затраченных при определении миллилитров этих растворов через
«х и п2, то, очевидно, на титрование щелочности исследуемой воды пой-
дет:
(н.^’П] •—н.3 • ге2) мл точно 1.0 н. раствора НС1, т. е. мг-экв.
Выражая общей формулой для любого объема исследуемой воды
и приводя содержание НСО3' к 1 л, имеем:
, , 1000
ж= (н-х • «х — н.2 • • -jr" мг-экв>
Если в воде присутствует СО3" (или присутствовал), то для вычисле-
ния мг-экв. НСО3' следует из величины полученной щелочности вычесть-
мг-экв. СО3". Для вычисления содержания НСО3 в мг/л умножают найден-
ное число мг-экв. на коэффициент 61.02. Вычисление производится
до 0.1 мг/л»
Пример.
На титрование взято 100.04 мл (с поправкой на калибрацию) исследуемой воды.
Прибавлено 15.05 мл раствора НС1 с н.х=0.04900. На обратное титрование пошл»
3.34 мл раствора Na2B4O7 с н.2=0.0500.
Величина щелочности воды:
„ , , 1000
г = (15.05 • 0.049 — 3.34 • 0.05) • iqq.q4~ 5.70 мг-экв./л.
Содержание НСО3' равно: 5.70 • 61.02 = 347.8 мг/л.
Применяемые растворы. 1. 0.05 н. раствор НС1 приго-
товляется разбавлением 4.2 мл хим. чист, концентрированного раствора
НС1 (уд. в. 1.19) дистиллированной водой в мерной колбе на 1 л до метки.
Полученный раствор лишь приблизительно 0.05 н. раствор, его необхо-
димо проверять по точному раствору Na2B4O7.
2. Основной 0.05 н. раствор буры (Na2B4O7) употребляется для опре-
деления нормальности раствора НС1. Химически чистую буру трижды
перекристаллизовывают, причем при последней перекристаллизации кри-
сталлы должны образоваться при температуре не выше 50°. Выпавшие
кристаллы отсасывают на воронке под разрежением и сушат на воздухе
между листами фильтровальной бумаги в течение 2—3 дней.
Затем полученный препарат растирают в совершенно чистой и сухой
агатовой ступке для облегчения удаления вакуольной воды. Хранить
полученный препарат следует в бюксе, помещенном в эксикаторе над
расплывающимся бромистым натрием. В этом случае бура полностью
сохраняет свою кристаллизационную воду (препарат Na2B4O7«10H2O
не теряет кристаллизационную воду в пределах 39—99% относительной
влажности). Полученный препарат должен иметь' постоянный вес, и ча-
стицы его не должны прилипать к сухой стеклянной палочке.
Для приготовления точно 0.05 н. раствора отвешивают 4.7679 г пре-
парата и после растворения навески в дистиллированной воде в мерной
колбе на 500 мл доводят объем до метки. Если почему-либо вес навески а
ИССЛЕДОВАНИЕ ФИЗИЧЕСКИХ И ХИМИЧЕСКИХ СВОЙСТВ ВОДЫ
275
и объем колбы V иные, то нормальность полученного раствора рассчиты-
вается по формуле:
а • 1000
Н-3__190 717 • V '
Раствор сохраняется в склянке с притертой пробкой и оберегается
от испарения парафинированием последней.
Раствор буры даже при весьма тщательном хранении может изменять
свою нормальность (испарение, выщелачивание стекла и пр.), поэтому
желательно заменять раствор через 3 месяца. Удобно одновременно сде-
лать запас ампул с навесками буры, из которых раствор периодически
приготовляется заново.
Приготовление ампулок производится следующим способом. Берут
тщательно вымытую и высушенную небольшую пробирку около 7—10 см
длиной (можно сделать из стеклянной трубки, запаяв один конец) и
определяют ее вес на аналитических весах. Затем взвешивают в весовом
стаканчике на аналитических весах точно 2.3840 г Na2B407*10H20 и пере-
сыпают навеску из весового стаканчика в приготовленную пробирку
через совершенно чистую и сухую воронку. Снова кладут пробирку с на-
веской на весы и контролируют взвешивание. Можно сделать вес на-
вески и несколько больше или меньше 2.3840 г. Вес навески в данной
ампуле должен быть написан черной тушью на этикетке, прикрепленной
резинкой снаружи к ампулке. При этом должно быть указано название
препарата, его вес, назначение, дата приготовления и фамилия изготов-
лявшего. Взвешенная пробирка с препаратом запаивается на горелку,
и в таком виде ее можно сохранять неограниченное время.
Для приготовления основного 0.05 н. раствора Na2B4O7 берут ампулку,
снимают этикетку, тщательно обмывают ее снаружи дистиллированной
водой, надпиливают посередине напильником и, дотронувшись под на-
пилом кончиком раскаленной стеклянной палочки, разламывают ампулку.
Обе половины опускают в химический стакан на 100—250 мл и растворяют
буру небольшими порциями дистиллированной воды, переливая раствор
через воронку в мерную колбу на 250 мл. После многократного ополаски-
вания стакана раствор в колбе доводят до метки. Если вес буры в ампулке
был точно 2.3840 г, то получается раствор точно 0.05 н.
3. Рабочий раствор буры (Na2B4O7) употребляется для титрования
избытка раствора HG1. Так как нормальность этого раствора в дальней-
шем должна проверяться, можно для приготовления его отвешивать на-
веску на технических весах. Однако для облегчения расчета полезно
хотя бы на первое время иметь точно взвешенную' навеску. Отвешивают
9.5358 г хим. чист. Na2B4O7 • 10Н2О, приготовленной вышеописанным
образом и, растворив в дистиллированной воде, доводят до метки в мер-
ной колбе на 1 л. Раствор переливают в склянку на 3—5 л, соединенную
сифоном с бюреткой. ь
4. Раствор метилрот (0.02%-й). Растирают в ступке с небольшим
количеством спирта 20 мг метилрот и затем смывают его 60 мл спирта
в мерную колбу на 100 мл, после чего добавляют дистиллированной
водой до метки.
Определение нормальности раствора НС1. В ко-
ническую колбу отмеривают мензуркой 85 мл дистиллированной воды,
5 капель 0.02 %-го раствора метилрот, затем через воду пропускают в те-
чение 10 мин. воздух, лишенный СО2, после чего добавляют несколько
капель 0.05 н. раствора НС1 до появления слегка розовато-желтоватого
18*
276 О. А. АЛЕКИН
оттенка индикатора. По достижении нейтральной реакции (по метилрот)
в колбу добавляют пипеткой точно 15 мл основного раствора Na2B4O7
и при непрерывном продувании воздуха раствор титруют 0.05 н. раство-
ром HG1 до перехода цвета жидкости из желтой в слабо розовато-жел-
тую. Реакция идет по уравнению:
Na2B4O7 4- НС1 4- 5Н2О = 2NaCl 4- 4Н3ВО3.
Определение повторяют 2 раза и, если расхождение не более 0.02—
0.03 мл, берут за результат среднее арифметическое. Определение нор-
мальности раствора HG1 следует производить не реже 2—3 раз в месяц.
Если на титрование а миллилитров основного 0.05 н. раствора Na2B4O7
с нормальностью н.3 пошло п миллилитров раствора HG1, то нормальность
последнего н. 4 может быть найдена из соотношения:
‘ - h.j • н= н.3 • а,
откуда
н.1 = -^-н.3; при н.3 = 0.05 н.4 = 0.05-^ .
Определение нормальности рабочего раствора
Na2B4O7. После определения нормальности раствора HG1 в эту же колбу,
раствор в которой имеет строго нейтральную реакцию по метилрот, отме-
ривают из бюретки 15 мл рабочего 0.05 н. раствора Na2B4O7 и при непре-
рывном продувании воздуха, лишенного СО2, титруют его 0.05 раство-
ром HG1 до переходной окраски из желтой в розовую. Определение по-
вторяют 2 раза и, если расхождение не более 0.03 мл, берут за результат
Среднее арифметическое. Если на титрование с мл рабочего раствора
Na2B4O7 идет Ъ мл раствора HG1 с нормальностью н.г то нормальность
рабочего раствора Na2B4O7 будет определяться из соотношения:
Проверка нормальности рабочего раствора Na2B4O7 должна произ-
водиться 2—3 раза в месяц.
П о суда: 1) бюретки на 25 мл (лучше на 15 мл) — 2; 2) пипетка
на 15 мл — 1; 3) 2 конические колбы на 200—250 мл с подобранными проб-
ками; каждая корковая или резиновая пробка должна иметь отверстия:
одно достаточно широкое для кончика бюретки, а в другое должна быть
плотно вставлена стеклянная трубка с узким капилляром, доходящим
почти до дна колбы; верхний конец трубки следует изогнуть под прямым
углом; 4) капельница для раствора метилрот — 1.
Определение жесткости воды
Жесткость воды является условной величиной, характеризующей
определенные технические свойства воды (образование накипи, погло-
щение; мыла и пр.), обусловленные содержанием в воде многозарядных
катионов (в. естественных условиях почти исключительно ионов Са". и
Mg” и в меньшей мере железа). Для технических целей разделяют общую
жесткость на устранимую, или временную, которая устраняется кипя-
чением воды, И постоянную, остающуюся после кипячения,
, . Величину; жесткости до последнего времени было принято выражать
через, СаО, .причем содержание..!0 мг СаО в литре воды считалось за один,
^ак назДваеДый, .немецкий-градус. Эта форма,: основанная на устаре-
ИССЛЕДОВАНИЕ ФИЗИЧЕСКИХ И ХИМИЧЕСКИХ СВОЙСТВ ВОДЫ 277
лой окисной форме выражения анализов воды, в настоящее время зайе^
йена более современной. Сейчас за единицу жесткости принято содержание
мг-экв. катионов, обусловливающих жесткость, в 1 кг воды (для
вод с минерализацией до 1000 мг/л это равносильно выражению мГ-экв;
на 1л).
Определение жесткости пальмитатным
методом
Принцип метода. Определение общей жесткости по данному
методу основано на том, что пальмитиновокислый калий количественно
осаждает Са" и Mg" в виде труднорастворимых пальмитатов:
2C15H31COOK + CaSO4=(C15H31COO)2Ca + K2SOP . . . д.
После осаждения Са” и Mg” избыток пальмитиновокислого калия,
гидролизуясь, повышает pH, что заметно по изменению окраски индика-
тора, в качестве которого выбран фенолфталеин.
с15н31соок + н2о=с15н31соон + кон............
Вследствие коллоидной природы получающихся продуктов реакция
образования пальмитатов, особенно Mg, протекает замедленно, из-за
чего одновременно гидролизующийся пальмитат калия вызывает при
титровании преждевременную окраску индикатора, постепенно Исчезаю-
щую при встряхивании. Это обстоятельство вынуждает выбирать конеч-
ную точку титрования несколько выше (8.4—8.55 pH), чем это надо было бы
для конца реакции осаждения пальмитатов (7.3; 7.9). Вследствие этого
в результате титрования необходимо вводить поправку на «вызов окраши-
вания» индикатора. > \-
Замедленность реакции и наличие осадков, затушевывающих окраску
индикатора, а также значительная степень гидролиза пальмитата калия
делают установление конечной точки титрования более затруднительным,
чем при обычных ионных реакциях. Поэтому точные результаты можно
получить только применяя при титровании «свидетель» со стандартной
окраской.
Пальмитатным методом определяется по существу сумма кальция
и магния, так как железо выпадает в виде гидроокиси в процессе ней-
трализации и не участвует в реакции с пальмитатом калия. Данный
метод позволяет, при соблюдении всех указанных ниже условий анализа,
весьма быстро и точно определить в воде количество мг-экв. суммы каль-
ция и магния. Точность определения при содержании Ca"+Mg” ДО 2—
3 мг-экв./л составляет около 2—3 %; при большем — около 1%,?г. е. Не
уступает обычному весовому анализу оксалатным и фосфатным методами.
Предварительные указания. Пальмитатный1 метод при-
меним для вод с жесткостью не более 25 мг-экв. При большей жесткости
воду необходимо разбавлять дистиллированной водой. В целях ЭКОНОМИИ
раствора пальмитата калия лучше разбавлять анализируемую воду уже
при жесткости 10—15 мг-экв. Для этого в колбу для титрования отмери-
вают пипеткой соответствующее количество анализируемой воды и за-
тем мензуркой добавляют воду в количестве, недостающем ДО 1'00. мл.
Определению не мешает присутствие прочих ионов в количестве
до 10 г/кг. При содержании железа свыше 5 мг Fe/л окраска-раствора
в конце титрования приобретает желтоватый оттенок; . г
Для лучшего распознавания наступления конца титрований как при
определении жесткости, так и при установлении нормальности .расТвора
278
О. А. АЛЕНИН
пальмитата калия, применяется свидетель со стандартной окраской,
имитированной по оттитрованной пробе, содержащей 1 мл 0.5%-го рас-
твора фенолфталеина и 2 капли 0.05 %-го раствора метилоранжа (или 5—
6 капель 0.02%-го раствора метилрот). Изготовляются эти свидетели-
стандарты по следующей прописи:
1. Стандарт для вод с жесткостью до 2—3 мг-экв. В колбу, совершенно
аналогичную той, в которой производится определение жесткости, при-
ливают 100 мл дистиллированной воды, всыпают 0.04 г мельчайшего су-
хого углекислого кальция (СаСО3) и 0.040 г углекислого кобальта (СоСО3).
2. Стандарт для вод с жесткостью свыше 3 мг-экв. приготовляется
так же, как и предыдущий стандарт, но количество веществ, имитирую-
щих окраску и осадок, меняется, а именно: берется 0.39 г СаСО3, 0.080 г
СоСО3 и, кроме того, добавляется 0.0010 г ультрамарина (синьки).
Оба стандарта перед сравнением необходимо встряхнуть для взму-
чивания осадка. Устойчивость данных стандартов при герметизации не-
ограниченная. При наличии у исследуемой воды естественной окраски
следует пользоваться стандартами, приготовленными не на дистиллиро-
ванной воде, а на исследуемой воде. Практически для работы при всех
цветностях воды достаточно иметь стандарты, приготовленные на воде
с цветностью 0.50 и 100°.
Ход определения. В коническую колбу с хорошо притертой
стеклянной пробкой отмеривают пипеткой 100 мл исследуемой воды.
Прибавляют 2 капли (0.05 мл) 0.05 %-го раствора метилоранжа и до-
бавляют 0.05 н. раствор HG1 до наступления розоватого цвета. Количество
миллилитров прилитого при этом раствора можно не замечать. Затем
через предварительно ополоснутую дистиллированной водой стеклян-
ную трубку, опущенную до дна колбы, через пробу пропускают в тече-
ние 5 мин. воздух, лишенный СО2. Если при продувании воздуха окраска
изменилась в желтую, то необходимо добавить еще несколько капель
0.05 н. раствора HG1. Трубку ополаскивают несколькими миллилитрами
дистиллированной воды, давая ей стечь в колбу, затем в пробу добавляют
1 мл 0.5 %-го раствора фенолфталеина, и она по каплям нейтрализуется
по фенолфталеину 0.05 н. раствором NaOH. При этом розовая окраска
раствора от метилоранжа переходит в желтую, а затем, при дальнейшем
прибавлении NaOH, жидкость окрашивается в розовый цвет от фенол-
фталеина. Надо добиваться, чтобы раствор принял слабо-розовую окраску
(см. стандарт для определения СО2), которая не исчезала бы при энергич-
ном встряхивании колбы, закрытой пробкой, и сохранялась не менее
5 мин. В качестве «свидетеля» при нейтрализации может служить мине-
ральный стандарт, употребляемый при определении СО2 (см. стр. 230).
Нейтрализацию необходимо проводить очень тщательно, и несоблюде-
ние этого влечет к погрешности. После нейтрализации в пробу добавляют
сначала 1 каплю (0.025 мл) 0.05 н. раствора HG1, отчего окраска фенол-
фталеина должна исчезнуть, и затем еще 2 капли раствора HG1.
Затем проба при непрерывном помешивании (покачиванием колбы)
быстро по каплям титруется раствором пальмитиновокислого калия.
В целях единообразия, необходимого для точной работы, титрование
следует последовательно вести по следующим этапам:
1) проба титруется до появления устойчивой слабо-розовой окраски;
в течение этого времени колбу, закрытую пробкой, 3—4 раза энергично
встряхивают по 5—10 сек.;
2) по достижении устойчивой слабо-розовой окраски закрытая колба
встряхивается в течение 2 мин.;
ИССЛЕДОВАНИЕ ФИЗИЧЕСКИХ И ХИМИЧЕСКИХ СВОЙСТВ ВОДЫ
279
3) проба титруется дальше и по достижении окраски, сходной со стан-
дартной окраской свидетеля, колба встряхивается еще 2 мин.;
4) после последнего встряхивания проба дотитровывается, если только
это требуется, до стандартной окраски, и ее оставляют стоять в течение
2 мин.;
5) по прошествии 2 мин. окраска окончательно доводится до стандарт-
ной (если это требуется) и тотчас же производится отсчет по бюретке.
При сравнении окраски пробы с окраской свидетеля необходимо сле-
дить, чтобы: 1) осадки пальмитатов, образующихся в пробах при боль-
шой жесткости, поднимались на поверхность; 2) источник света был
сзади аналитика, а не впереди, и 3) свидетели перед сравнением встряхи-
вались.
Вычисление результатов. Вычисление общей жесткости,
т. е. суммарного содержания Са" и Mg" (в мг-экв.) производится по фор-
муле:
/ jx юоо
х — та..(п — а)-у- ,
где п — количество миллилитров, затраченных при титровании раствора
пальмитиновокислого калия; d — поправка на «вызов окрашивания»
(см. ниже); н. — нормальность раствора пальмитата калия; V — объем
исследуемой воды, отмеренный пипеткой (дистиллированная вода, если
производилось разбавление, не учитывается).
Если требуется вычислить по данному методу не сумму Са" и Mg",
а общую жесткость воды, то к найденному содержанию их надо прибавить
количество железа (мг-экв.).
Для пересчета жесткости из немецких градусов в мг-экв. надо величину
жесткости в немецких градусах разделить на 2.8. Расчет жесткости про-
изводится до 0.01 мг-экв.
Пример. На
На титрование 50.1 мл исследуемой воды и 50 мл дистиллированной израсходовано
9.15 мл раствора пальмитиновокислого калия с нормальностью н.=0.09814. Поправка
на «вызов окрашивания» а=0.12 мл;
1000
а; = (9.15 — 0.12) • 0.09814 • gg-j = 17.69 мг-экв. Са” и Mg".
Применяемые растворы. 1. 0.1 н. раствор пальмитиново-
кислого калия (С16Н31 COOK). Пальмитат калия приготовляется следую-
щим способом. В мерную колбу емкостью 1 л вливается 500 мл 96°-го
этилового спирта, 200 мл дистиллированной воды, 5 мл 0.5 %-го раствора
«фенолфталеина и всыпают 25.6 г чистой пальмитиновой кислоты. Затем
колбу нагревают на водяной бане или в горячей воде до полного раство-
рения пальмитиновой кислоты, после чего в колбу прибавляется 4%-й
раствор КОН (но не NaOH) до тех пор, пока не появится слабое розовое
окрашивание всей жидкости. В таком виде раствор оставляют стоять
в закрытой колбе 24 часа. В течение этого времени раствор обесцвечивается
и к нему надо прибавить еще раствора едкого кали до появления розо-
вой окраски, после чего объем доводят до 1 л прибавлением 96°-го эти-
лового спирта. Если приготовленный раствор мутный, то его оставляют
отстаиваться и затем сифонируют. Фильтровать не следует во избежа-
ние поглощения СО2 из воздуха.
Пальмитиновая кислота может быть заменена эквивалентным коли-
чеством смеси стеариновой и пальмитиновой кислот (вместо 25.6 — 28—
280
О. А. АЛЕКИН
30 г). Чистая стеариновая кислота менее удобна, так как из-за малой
растворимости стеарата калия раствор не удается приготовить 0.1 н.
и, кроме того, он мало устойчив. Поэтому при применении смеси пальми-
тиновой и стеариновой кислот для большей устойчивости раствора лучше
часть спирта (200—300 мл) заменить глицерином (очищенным).
Титрованию очень вредит присутствие олеиновой кислоты, калиевая
соль которой при титровании вызывает преждевременную окраску инди-
катора. Поэтому, если пальмитиновая кислота или смесь ее со стеари-
новой плохо очищены, их следует очистить экстрагированием. Экстраги-
рование производится в широкогорлой склянке с притертой пробкой,
причем на каждые 10 г твердых предварительно измельченных кислот
берется 70 мл 75 %-го спирта. Экстрагируют. в течение 10—15 мин. путем
энергичного встряхивания.
Пальмитиновая кислота или смесь ее со стеариновой могут быть по-
лучены из естественных жиров по следующей схеме.
Навеску перетопленного говяжьего жира расплавляют при легком
подогревании в фарфоровом стакане объемом 1 л (или в эмалированной
кружке). Затем приливают 10 н. раствор КОН (или NaOH) из расчета
1 мл на 1 г жира. Содержимое кипятят при частом помешивании стеклян-
ной палочкой в течение 2—2% часов. При загустении массы добавляется
небольшое количество дистиллированной воды. Надо не допускать прили-
пания массы ко дну во избежание трещины в посуде. В конце омыления
надо убедиться в присутствии избытка щелочи, для чего переносят каплю
жидкости на часовое стекло и приливают раствор фенолфталеина. По окон-
чании омыления в стакан добавляют 20%-й раствор серной кислоты
до ясно кислой реакции (пробуют на часовом стекле с метилоранжем).
Выпавший творожистый осадок жирных кислот промывается (деканта-
цией) дистиллированной водой и затем отсасывается на воронке под раз-
режением. Полученную массу взвешивают и помещают для экстраги-
рования в какой-либо широкогорлый толстостенный сосуд со стеклян-
ной пробкой, куда затем приливают 75 %-й раствор спирта из расчета
7 мл на 1 г массы. Содержимое энергично взбалтывают в течение 10—15
мин. и фильтруют через воронку под разрежением. Осадок на фильтре
промывается небольшим количеством 75%-м спиртом, отсасывается и
сплавляется на поверхности кипящей дистиллированной воды. Выход
кислот — около 50% от веса взятого жира.
Дальнейшее приготовление раствора калиевой соли жирных кислот
проводится аналогично вышеописанному способу, с той лишь разницей,
что для 1 л 0.1 н. раствора берется лишь 30 г полученной смеси жирных
кислот и в раствор с самого начала добавляется вместо 500 мл спирта
30 мл светлого глицерина и 200 мл спирта.
Устойчивость приготовленных растворов калиевой соли пальмити-
новой кислоты или смеси предельных жирных кислот всецело зависит
от защиты их от углекислоты воздуха, которая, поглощаясь раствором,
легко вытесняет слабые малорастворимые пальмитиновую и особенно
стеариновую кислоты. Поэтому при титровании надо применять бюретку,
соединенную обязательно сифоном со склянкой с раствором, причем и
сосуд, и бюретка должны быть снабжены поглотительными трубками
с натронной известью. При титровании этими растворами не следует
приближать лицо близко к титруемой пробе, так как выдыхаемая угле-
кислота может исказить результаты определения.
2. 0.05 н. раствор хлористого бария (ВаС12). Химически чистый
ВаС12-2Н2О перекристаллизовывается и высушивается на фильтроваль-
ИССЛЕДОВАНИЕ ФИЗИЧЕСКИХ И ХИМИЧЕСКИХ СВОЙСТВ ВОДЫ 2811
ной бумаге. Отвешивают на аналитических весах точно 6.1077 г и раство-
ряют в дистиллированной воде в мерной колбе объемом точно 1 л, доводя
объем после растворения до метки. Полученный раствор является точно
0.05 и.
Если растворена несколько иная навеска а или объем колбы V был
неточно 1000мл, то нормальность полученного расствора рассчитывается
по формуле:
_ а 1000
Н-1~ 12.2153 • V ’
3. 0.05 н. раствор соляной кислоты (HG1). Можно употреблять тот же,,
что и для определения НСО'3.
4. 0.05 н. раствор едкого натра (NaOH) приготовляется растворением
2.0 г хим. чист. NaOH (предварительно обмытого в дистиллированной воде-
от налета соды) в 1 л дистиллированной воды.
5. Раствор фенолфталеина (0.5%-й) приготовляется растворением
0.5 г хим. чист, фенолфталеина в 100 мл ректифицированного этилового
спирта. Раствор 0.17%-го фенолфталеина готовится аналогично, лишь-
с той разницей, что навеску фенолфталеина берут 0.1 г.
6. 0.05%-й раствор метилоранжа приготовляется растворением 0.05 г
метилоранжа в 100 мл дистиллированной воды.
7. Углекислый кальций (СаСО3) :— сухой, очень мелко истолченный.
8. Углекислый кобальт (СоСО3) — сухой, очень мелко истолченный.
В случае отсутствия углекислого кобальта его можно получить следую-
щим путем. Приготовляют крепкий водный раствор из 20 г Go(NO3)2.
в плотно закупоренном сосуде и осаждают насыщенным СО2 (из Киппа)
раствором 7 г NaHGO3. Выпавший осадок отсасывают на воронке под
разрежением, промывают до нейтральной реакции промывных вод и вы-
сушивают.
9. Ультрамарин (синька).
Определение нормальности раствора паль-
митата и поправки к титрованию. Для определения нор-
мальности раствора пальмитата отмеривают пипеткой 20 мл 0.05 н.раствора
ВаС12 в коническую колбу с притертой стеклянной пробкой, объемом
200—250 мл, и добавляют мензуркой 80 мл дистиллированной воды.
Затем прибавляют 1.0 мл 0.5%-го раствора фенолфталеина, 2 капли
(0.05 мл) 0.05%-го раствора метилоранжа и по каплям (из бюретки)-
0.05 н. раствора NaOH до появления слабо-розовой окраски, интенсив-
ность и устойчивость которой должны быть такими же, как и при опре-
делении (см. выше). После этого раствор нейтрализуют прибавлением
одной капли 0.05 н. раствора НС1, отчего окраска должна исчезнуть..
Добавляют еще две капли 0.05 н. раствора НС1 и после этого титруют
раствором пальмитиново-кислого калия, соблюдая те же условия, что
и при определении жесткости воды. Определение производят минимум
два раза и, если расхождение между двумя определениями не превышает
0.05 мл, за результат титрования берут среднее арифметическое. Опре-
деление производится 1 раз в месяц.
При расчете нормальности раствора пальмитиновокислого калия
сначала вычисляется поправка к титрованию («на вызов окрашива-
ния»). Для точно 0.1 н. раствора она экспериментально определена-
равной 0.12 мл при титровании 100 мл воды. Для раствора другой;
нормальности н.:
d = 0.12- — .
.282
О. А. АЛЕКИН
Из равенства эквивалентов пальмитата калия и хлористого бария,
^вступивших в реакцию при определении нормальности, следует:
н. (п— = • а.
Комбинируя оба уравнения, получим;
0.012 • п
а н-! • а + 0.012 '
По этому уравнению можно вычислить поправку для раствора паль-
митата калия любой нормальности н., зная, что на а мл раствора
ВаС12, имеющего нормальность h.j, затрачивается во время титрова-
ния п мл раствора пальмитата калия.
При титровании растворов, содержащих эквивалентные количества
ионов Ва" или смеси Са" и Mg" (т. е. природных вод), расходуется не оди-
наковое количество раствора пальмитата калия, а несколько больше
(около 1%) для растворов с Ва". Поэтому во избежание получения зани-
.женных результатов определения кальция и магния необходимо нормаль-
ность раствора пальмитата калия, полученную по раствору ВаС12, уве-
личить на 1 %.
Нормальность раствора пальмитата калия, принимая вышеуказан-
ные обозначения, рассчитывается по формуле:
и.—и.,» -а • 1.01.
1 п — d
Вычисление нормальности производится до четвертого знака.
Пример.
Для определения поправки к титрованию и нормальности взято 20.05 мл раствора
ТЗаС12 с н.=0.0500. На титрование затрачено 11.48 мл раствора пальмитата калия.
Находим поправку к титрованию:
0.012-11.48
d ~ 0.05 • 20.05 + 0.012 ~ 0,14 мл
и нормальность раствора:
20.05
н. = 0.05 • jt-57 • 1.01 = 0.0893.
11.04
Посуда:!) бюретки объемом 25 мл — 3; 2) колбы конические с при-
тертой пробкой (в крайнем случае могут быть заменены любой другой
посудой из белого стекла, имеющей стеклянную притертую пробку)
объемом около 200—250 мл — 3—6; 3) пипетка объемом 1 мл — 1;
4) капельница для раствора метилоранж с тонким кончиком (объем
шапли 0.025 мл) — 1.
Определение суммы кальция и магния
(общей жесткости) трилонометрическим
методом
Принцип определения. Метод основан на способности три-
лона Б — двузамещенной натриевой соли этилендиаминтетрауксусной
.кислоты СН2—N(CH2COOH)2 образовывать с ионами магния и особенно
I
СН2—N(GH2GOOH)2
ИССЛЕДОВАНИЕ ФИЗИЧЕСКИХ И ХИМИЧЕСКИХ СВОЙСТВ ВОДЫ
283
кальция малодиссоциированные комплексы:
На2Н2(трил.) Са" Ка2Са(трил.) 2Н’,
Ка2Н2(трил.) -|- Mg" Na2Mg(Tpnn.) 2Н‘.
В качестве индикатора используются оксинитрокрасители, напри-
мер хромоген черный (кислотно-основной индикатор с тремя цветами
перехода):
винно-красный голубой желтовато-серый
NaH27n Na2HZn Na3Zn.
pH = 6.3 pH =11.5
Этот индикатор образует с ионами Mg" малодиссоциированный ком-
плекс фиолетово-красного цвета, а в их отсутствие окрашен в голубой
.цвет:
фиолетово-красный голубой
Na2HZn + Mg" MgHZn + 2Na\
Соединение магния с индикатором более диссоциировано, чем ком-
плекс магния с трилоном, поэтому при добавлении трилона магний из
комплекса с хромогеном переходит в соединение с трилоном:
MgHZn-|~ ^а2Н2(трил.) Na2Mg(Tproi.) 4-Na2HZn.
Следовательно, при титровании трилоном воды сначала с трилоном
связывается Са", а затем Mg".
После связывания ионов магния в растворе последние переходят
из комплекса с хромогеном в соединение с трилоном, в результате чего
раствор меняет свою окраску из фиолетово-красной в голубую.
Поскольку индикатор меняет свою окраску не только от изменения
-содержания магния, но и от pH раствора, в титруемый раствор добавляется
-буфер (из NH4OH и NH4C1), поддерживающий pH около 10.
Трилонометрический метод, предложенный в 1948 г., является наи-
более быстрым методом определения суммы кальция и магния в воде.
-Средняя погрешность метода при средних содержаниях ионов Са" и Mg"
•около 2%.
Предварительные указания. Метод применим для
вод различной минерализации, однако, учитывая наличие в растворе
при титровании слабощелочной реакции, не следует иметь концентра-
цию Са" и Mg” в пробе воды для титрования более 0.5 мг-экв.
Следовательно, при отборе воды для титрования следует придерживаться
•следующих величин:
Ca‘*-|-Mg" (мг-экв./л) Объем воды для титрования (мл)
0.5— 5.0 100
5 —10 50
10 —20 25
20 —50 ' 10
При содержании Ca”+Mg" меньше 0.5 мг-экв./л следует для повы-
шения точности применять раствор трилона не 0.02, а 0.01 н.
Очевидно, что при отсутствии в исследуемой воде ионов Mg" (что бы-
вает очень редко) определение возможно лишь при добавлении в отмерен-
ный для титрования объем воды определенного количества ионов Mg",
которое затем должно быть вычтено из результатов определения.
284
О. А. АЛЕКИН
Применяемый для данного определения индикатор — хромоген-чер-
ный является очень чувствительным реактивом на многие тяжелые ме-
таллы, поэтому присутствие последних мешает определению, создавая
нерезкий переход окраски. Так, определению мешает присутствие ионов,
при содержащихся выше следующих количествах (мг/л):
Fe*’ 20 АГ" 20
Fe*" 20 Си" 0.3
Особенную осторожность следует соблюдать в отношении содержания
ионов Си”, следы которых могут совершенно исказить результаты титро-
вания и даже сделать вообще определение невозможным.1 Для устране-
ния влияния ионов Си" в отмеренную для титрования пробу воды при-
бавляют 1 мл 2%-го раствора Na2S, а в случае присутствия Мп" в пробу
добавляют 5 капель 1%-го раствора солянокислого гидроксиламина
(NH2OHHC1).
Прочие ионы тяжелых металлов, не мешая окраске, титруются три-
лоном так же, как и Са" и Mg".
Ход определения. В коническую колбу объемом 200 мл от-
меривают пипеткой необходимый объем исследуемой воды (см. выше),,
дистиллированную воду до общего объема 100 мл (мензуркой), 5 мл
буферного раствора и 4—7 капель индикатора. Жидкость перемешивается,,
после чего проба титруется 0.02 н. раствором трилона. до перехода окраски
из фиолетово-красной в голубую. Конец титрования лучше всего заметить,,
если рядом поставить заведомо перетрированную пробу, до цвета кото-
рой и следует титровать пробу. При дальнейшем добавлении трилона
цвет и его интенсивность не меняются.
Вычисление результатов. Вычисление содержания ионон
Ca"+Mg" в миллиграмм-эквивалентах на 1 л исследуемой воды произво-
дится по следующей формуле:
, 1000
x = h • н. ,
где h — количество миллилитров раствора трилона, пошедшего на оп-
ределение; н. —- нормальность раствора трилона; V — объем воды, взя-
той на определение.
Пример. , •
При титровании 50 мл исследуемой воды (плюс 50 мл дистиллированной воды)'
израсходовано 12.55 мл раствора трилона с нормальностью 0.0203. Имеем содержание-
ионов Ca"+Mg”.
1000
х = 12.55 • 0.0203 • -j-Q- = 5.10 мг-экв./л.
Определение нормальности раствора трилона.
В коническую колбу емкостью 200 мл отмеривают пипеткой 15 мл 0.02 н..
стандартного раствора Ca"+Mg", добавляют мензуркой 85 мл дистил-
лированной воды, 5 мл буферного раствора, жидкость перемешивают и
в нее добавляют 4—7 капель раствора индикатора, после чего раствор-
титруют трилоном совершенно так же, как и при определении Ca"+Mg"..
Расчет нормальности раствора трилона h.x производят по формуле:.
а
н.1 = н.2.-,
где н.2 — нормальность стандартного раствора Ca"4-Mg" а — коли-
чество миллилитров стандартного раствора Ca”4-Mg", взятого на опре-
1 Необходимо проверить дистиллированную воду на содержание ионов Си".
ИССЛЕДОВАНИЕ ФИЗИЧЕСКИХ И ХИМИЧЕСКИХ СВОЙСТВ ВОДЫ 285
деление; п — количество миллилитров раствора трилона, израсходован-
ных на титрование.
Применяемые растворы. 1. 0.02 н. раствор трилона
приготовляют растворением 3.75 г препарата трилона Б (двузамещенной
натриевой соли четырехосновной этилендиаминтетрауксусной кислоты)
в дистиллированной воде в мерной колбе на 1 л с доведением в последую-
щем объеме до метки.
2. Буферный раствор. Растворяют 20 г хим. чист. NH4G1 в дистил-
лированной воде, добавляют 100 мл концентрированного раствора NH4OH
и доводят дистиллированной водой объем до 1 л.
3. Раствор индикатора — хромоген-черный ЕТ-00. Растворяют
0.5 г хим. чист, препарата в 10 мл буферного раствора и доводят до 100 мл
этиловым спиртом. Кроме хромогена ЕТ-00, можно применять и другие
оксинитрокрасители, например кислотный хром темно-синий, имеющий
почти такие же цвета перехода.
4. Стандартный раствор Ga”+Mg”. Приготовляют из смеси 0.1 н.
растворов солей Са” и Mg” с таким расчетом, чтобы было отношение
Са” : Mg”=3 : 1. Хим. чист. MgSO4 • 7Н2О постепенно нагревают в су-
шильном шкафу до 250° до постоянного веса и после охлаждения в экси-
каторе отвешивают 3.0088 г безводного MgS04, растворяют навеску
в мерной колбе на 500 мл в дистиллированной воде и доводят до
метки.
Высушивают в сушильном шкафу при температуре 110° хим. чист.
СаС03 и после охлаждения в эксикаторе отвешивают 5.004 г. Переносят
навеску в мерную колбу объемом 1000 мл, приливают около 10 мл дистил-
лированной воды и по каплям добавляют концентрированную соляную
кислоту (избегая избытка; обычно идет около 8—9 мл) до полного раство-
рения СаСО3. Затем добавляют дистиллированную воду до метки.
Для приготовления 0.02 н. стандартного раствора Ga”+Mg" отме-
ривают в мерную колбу на 500 мл 75 мл 0.1 н. раствора СаС12 и 25 мл
0.1 н. раствора MgS04, после чего доливают дистиллированной водой
до метки.
Посуда: 1) бюретка на 25 мл — 1; 2) пипетка на 1 мл — 1; 3) ко-
ническая колба на 200 мл — 2; 4) мензурка на 100 мл — 1; 5) капель-
ница — 1.
Определение содержания иона кальция (Са")
Принцип определения. Ион кальция осаждается из
раствора в виде СаС2О4 раствором щавелевокислого аммония:
CaCI2 + (NH4)2C2O4 = GaC2O4-|-2NH4Cl
в присутствии NH4C1 (для удержания в растворе Mg”). Осадок СаС204
образуется при нейтрализации аммиаком кислого раствора при заранее
введенном (NH4)2G2O4. Это обеспечивает наличие в осадке эквивалент-
ного соотношения Са”:С2О4, в то время как при добавлении (NH4)2G2O4
к нейтральному или щелочному раствору Са” частично осаждается ос-
новной оксалат кальция и гидрат окиси кальция. Образовавшийся оса-
док СаС2О4 фильтруется, промывается, растворяется в H2SO4, и выде-
лившийся в эквивалентных кальцию количествах С2О4 титруется
КМпО4.
286
О. А. АЛЕНИН
Точность определения Са" по данному объемному оксалатному ме-
тоду не уступает весовому оксалатному методу, имея по сравнению с ним
преимущество в быстроте определения.1
Предварительные указания. Точному определению
Са" по данному методу мешает только большое количество Mg", что
имеет место в минерализованных водах, вследствие чего осаждается
оксалат магния. Поэтому при содержании Mg” большем, чем половина
Са", следует применять вторичное осаждение Са”.2
Для вторичного осаждения Са" осадок СаС2О4 до промывания рас-
творяют на фильтре в 50 мл горячего раствора НС1 (1 : 100). Фильтр
и воронку тщательно обмывают дистиллированной водой, которая при-
соединяется к полученному раствору. Раствор доводится до объема 200 мл
Объем воды, требующийся кальция Таблица 15 для определения и к нему добавляют 0.5 г (NH4)2C2O4, растворенного в нескольких миллилитрах го- рячей дистиллированной во- ды. Затем раствор нагревают до 70—80° и снова осажда- ют Са”, нейтрализуя раство- ром аммиака (1 : 1), как и
Соде ржание в воде За” (в мг/л) Объем воды, необходи- мый для определения (в мл)
Менее 50 50- 400 400—1000 1000—2000 500 250 100 50 при первом осаждении. Объем анализируемой во- ды для определения следует брать в зависимости от содер- жания Са” в воде, руковод- ствуясь данными, приведен- ными в табл. 15.
Ход определения. В химический стакан емкостью около
250 мл отмеривают требуемый, согласно табл. 15, объем воды, который
затем упаривают до 100—150 мл, добавляют 3 капли 0.05%-го раствора
метилоранжа и 3 мл концентрированного раствора НС1. Нагревают,
если это требуется, пробу до 70—80° и, добавив 10 мл горячего насыщен-
ного раствора (NH4)2C2O4, нейтрализуют (при помешивании) по каплям
раствором аммиака (1 : 1) до перехода окраски из розовой в желтую.
При этом выпадает осадок СаС2О4. После отстаивания (без подогревания)
в течение часа пробуют отстоявшийся над осадком раствор на полноту
осаждения добавлением небольшого количества насыщенного раствора
(NH4)2G2O4.
Выделившиеся из раствора кристаллы отфильтровывают через не-
большой беззольный фильтр. Ополаскивают стакан 0.1 %-м раствором
(NH4)2G2O4, сливая его на фильтр до исчезновения в промывных водах
CI', что узнается по реакции с раствором AgN03 в присутствии HN03.
Промывают затем таким же образом стакан и фильтр с осадком холодной
дистиллированной водой (избегая ее избытка) до полного удаления в про-
мывных водах С2О4" (проба с AgN03 без HNO3). Добиваться тщательного
переноса осадка СаС2О4 из стакана на фильтр при этом нет необходимости.
1 Определение кальция можно быстро и достаточно точно производить также ком-
плексометрически, с мурексидом в качестве индикатора (см.: Н. Г. Фесенко.
Заводская лаборатория, 6, 1954, стр. 681). (Примеч. ред.).
2 При очень большом содержании Mg" по сравнению с Са-* (что может иногда на-
блюдаться для сильно минерализованных вод) следует применять троекратное осажде-
ние Са”.
ИССЛЕДОВАНИЕ ФИЗИЧЕСКИХ И ХИМИЧЕСКИХ СВОЙСТВ ВОДЫ
287
При промывании фильтра надо следить за полнотой промывания краев
фильтра, пользуясь для этого тонкой струей из промывалки.
Подставляют под воронку с осадком стакан, в котором производилось
осаждение, и растворяют на фильтре промытый осадок СаС2О4 горячим .
1.5 н. раствором H2SO4 струей из промывалки. После полного растворения
осадка фильтр обмывают еще несколько раз 1.5 н. раствором H2SO4
так, чтобы в стакане собралось около 50 мл раствора. Нагревают до 80°
и титруют 0.05 н. раствором КМпО4 до легкого, но устойчивого порозове-
ния, которое удобно заметить, если поставить рядом в качестве свидетеля
другой стакан с таким же количеством дистиллированной воды. Во время
титрования раствор надо непрерывно помешивать и добавлять новую
порцию раствора КМпО4 только после полного исчезновения окраски'
от предыдущей порции. К концу титрования температура раствора должна
быть не ниже 60°. Затем в стакан палочкой сбрасывают с воронки промытый
фильтр и, если окраска пробы от этого исчезла, быстро дотитровывают
пробу окончательно до легкого розового цвета.
Определение поправки к титрованию Опре-
деление поправки производится каждый раз при изготовлении новых
растворов H2SO4 и (NH4)2C2O4, а также применением новых фильтров.
К 100 мл дистиллированной воды приливают так же, как и при осаждении
Са", все необходимые реактивы, соблюдая все условия осаждения, про-
мывания, растворения на фильтре и титрования, как и с пробой воды..
Раствор в стакане титруют 0.05 н. раствором КМпО4 до порозовения..
Пошедшее при этом количество миллилитров раствора КМпО4 будет -
являться поправкой к титрованию.
Вычисление результатов. Вычисление содержания
Са" (в мг/л) производится по формуле:
х — 20.04 • н. (п — а) • —— ,
где н. — нормальность раствора КМпО4; п — количество миллилитров; -
раствора КМпО4, пошедшее на титрование; d — поправка на титрование; .
V — объем воды, взятый на определение (до выпаривания).
При содержании до 1000 мг Са”/ л вычисление производится до 0.1.
Пример.
Взято для определения 250 мл воды, на титрование (с учетом поправок на калибра-
цию) пошло 14.25 мл раствора КМпО4 с нормальностью 0.05012. Поправка к титро- -
ванию (d) равна 0.12 мл.
Имеем:
1000
х = 20.04 • 0.05012 • (14.25 — 0.12) • = 56-7 мг/л.
Определение нормальности раствора КМпО4..
В химический стакан объемом 200 мл добавляют 50 мл 1.5 н. раствора
H2SO4 и, нагрев до 80°, приливают осторожно (по частям капли) 0.05 н.
раствора КМнО4 до едва заметного порозовения. Количество пошедшего '
при этом раствора КМпО4 не замечают.
Приливают пипеткой 15 мл точного раствора 0.05 н. Na2C2O4, нагре- -
вают до 80—90° и титруют (вновь от нуля бюретки) 0.05 н. раствором
КМпО4 до едва заметного порозовения, имея рядом свидетель с дистил- -
лированной водой. Во время титрования раствор надо непрерывно пере-
мешивать и добавлять новую порцию раствора КМпО4 только после -
полного исчезновения окраски от предыдущей порции. Определение
.288
О. А, АЛЕНИН
производят не менее двух раз, и за результат берется средняя величина.
Нормальность раствора КМпО4 вычисляется по формуле:
а
Н. ~ н.9 — ,
й п
где а — количество раствора Na2G2O4 (применявшегося для определения
нормальности раствора КМпО4), пошедшее на титрование; н2 — нормаль-
ность раствора Na2G2O4; п — количество миллилитров раствора КМпО4,
пошедшего на титрование. Определение нормальности раствора КМпО4
производят не реже 2 раз в месяц.
Применяемые растворы. 1. 0.05 н. раствор марганцево-
кислого калия приготовляется растворением 1.58 г КМпО4 в 1 л дистил-
лированной воды. Раствор КМпО4 лучше приготовить за неделю до ра-
боты, а затем отсифонировать отстоявшийся раствор, который следует
в дальнейшем хранить в темноте.
2. 0.05 н. раствор щавелевокислого натрия (Na2C2O4) приготовляется
из высушенного до постоянного веса при температуре 180° хим. чист.
Na2G2O4. Отвешивают 1.6752 г препарата и растворяют в дистиллиро-
ванной воде в мерной колбе на 500 мл.
3. Насыщенный раствор щавелевокислого аммония (NH4)2G2O4 приго-
товляется растворением 60 г хим. чист. (NH4)2G2O4 в 1 л дистиллиро-
ванной воды.
4. 0.1 %-й раствор щавелевокислого аммония приготовляется для
промывания осадка СаС2О4 разведением 1.0 г хим. чист. (NH4)2C2O4
;В 1 л дистиллированной воды.
5. Соляная кислота (HG1), хим. чист, концентрированная (уд. в. 1.19).
6. 0.05%-й раствор метилоранжа приготовляется растворением 50 мг
красителя в 100 мл дистиллированной воды.
7. Раствор (1 : 1) аммиака (NH4OH) приготовляется разведением
вдвое обычного аммиака (25%).
8. 1.5 н. раствор серной кислоты (H2SO4) приготовляется разведе-
нием 41 мл хим. чист, концентрированной H2SO4 в дистиллированной
воде до 1 л.
Посуда: 1) промывалка на 500 мл для дистиллированной воды —1;
.2) промывалка для 0.1 %-го раствора оксалата аммония на 500 мл — 1;
-3) промывалка для 1.5 н. раствора серной кислоты на 500 мл — 1; 4) хи-
мические стаканы на 200 мл — 2; 5) химический стакан на 500 мл — 1;
6) бюретка на 25 мл (лучше на 15 мл) — 1; 7) воронка диаметром 5—7 см —
1; 8) пипетка на 3 мл — 1; 9) капельницы для метилоранжа и аммиака —
2; 10) мензурка на 50 мл — 1; 11)пробирка— 1; 12) стеклянная палочка —
1.
Определение содержания хлоридного иона (СГ)
Принцип метода. Определение хлоридного иона по данному
.аргентометрическому методу основывается на малой растворимости хло-
ристого серебра, количественно выпадающего из раствора при при-
бавлении азотнокислого серебра к воде, содержащей ионы G1':
AgNO3 + NaGl = NaNO3 + AgGl.
После полного'выделения галогенов избыток азотнокислого серебра,
^вступая в рёакцию с хромовокислым калием, прибавляемым в качестве
ИССЛЕДОВАНИЕ ФИЗИЧЕСКИХ И ХИМИЧЕСКИХ СВОЙСТВ ВОДЫ
289
индикатора, вызывает изменение окраски вследствие образования красно-
бурого осадка Ag2CrO4:
K2CrO4 + 2AgNO3 = 2К N03 + Ag2GrO4.
По количеству израсходованного на титрование AgNO3 судят о коли-
честве СГ в данном объеме воды.
Из-за некоторой растворимости хромовокислого серебра в результат
определения приходится вносить поправку на «вызов окрашивания».
Аргентометрический метод применим для любого содержания СГ
в воде, однако при малых количествах СГ (не менее 10 мг/л) наступление
конца реакции менее отчетливо и погрешность возрастает.
По существу данным методом определяются и находящиеся в воде
прочие галогены (Вт', J'), однако вследствие ничтожного содержания
их в большинстве природных вод практически этим обстоятельством
можно пренебречь, выражая результат определения через СГ.
Предварительные указа, ни я. Определению СГ по дан-
ному методу мешают: 1) кислая реакция воды (pH ниже 6.5); 2) присут-
ствие H2S и HS'; 3) значительная цветность воды.
Устранить влияние этих факторов можно следующими способами:
1) при кислой реакции воды в отмеренную для определения пробу
приливают 2—3 капли фенолфталеина, и она усредняется по каплям
0.05 н. раствором Na2B4O7 до появления от одной капли слабой розовой
окраски, которую уничтожают добавлением одной капли 0.05 н. раствора
HNO3;
2) при наличии H2S и HS' отмеренную пробу воды следует подкислить
0.1 н. раствором HNO3 (по лакмусовой бумажке) и прокипятить в тече-
ние 5—10 мин.; по охлаждении проба усредняется по фенолфталеину
вышеописанным способом;
3) при мешающей определению желтой окраске воды, особенно затруд-
няющей установление эквивалентной точки при малом содержании СГ,
следует воду для стандарта (после добавления К2СгО4, но до добавления
AgNO3) подкрасить несколькими каплями крепкого раствора чая до сов-
падения окрасок с анализируемой водой.
При очень большой цветности (свыше 150°) органические вещества
необходимо устранить коагулированием (см. стр. 244), обесцвеченную
этим способом пробу перед титрованием нейтрализовать по фенолфта-
леину 0.1 н. раствором HNO3 вышеописанным образом. Можно также,
выпарив пробу досуха, слегка прокалить остаток для удаления органи-
ческих веществ и, растворив его в малом объеме дистиллированной воды,
оттитровать, не вводя уже в этом случае поправки на вызов окрашивания.
Хотя в природных водах наблюдается большое разнообразие в содер-
жании СГ, все же примерное содержание его будет большей частью из-
вестно,1 поэтому, приступая к определению, следует объем воды и нор-
мальность раствора AgN03 устанавливать в зависимости от предполагае-
мого содержания СГ в исследуемой воде. При содержании СГ до 100 мг/л
1 При сравнительно небольшом содержании СГ о его количестве можно ориенти-
ровочно судить по визуальной оценке выпадающего в осадок AgCl при приливании
к 5 мл исследуемой воды 3 капель 10 %-го раствора AgNO3:
опалесценция, слабая муть............ 1— 10 мг СГ/л
сильная муть......................... 10—50 » »
хлопья, осаждающиеся не сразу........... 50—100 » »
белый объемистый осадок...............более 100 » »
19 Жизнь пресных вод, т. IV, ч. 2
290
О. А. АЛЕКИН
следует брать на определение 100 мл воды и применять 0.02 н. раствор
AgN03. При содержании СГ от 100 до 250 мл при том же объеме воды
следует применять 0.05 н. раствор AgNO3. При содержании СГ от 250
до 800 мг/л объем пробы следует уменьшить до 50 мл, а при еще более
высоком содержании СГ — прибегать к дальнейшему разбавлению иссле-
дуемой воды и затем перейти к 0.1 н. раствору AgNO3.
При определении СГ аргентометрическим методом чрезвычайно важно
всегда оканчивать титрование при одной и той же переходной окраске,
приобретаемой жидкостью в конце титрования. У различных аналитиков
окраска в конечной точке титрования часто бывает несколько иной,
поэтому следует установку нормальности AgNO3 и титрование проб
производить одному и тому же лицу, титруя всегда до одинаковой конеч-
ной окраски. Для лучшего улавливания тона окраски в конечной точке
титрования следует рядом с титруемой пробой ставить «свидетель». Следует
различать два вида применяемых при определении СГ свидетелей.
1. Стандарт, применяемый при очень малом содержании СГ в воде,
(менее 15—10 мг/л). Для приготовления этого стандарта в другую колбу
приливают 100 мл дистиллированной воды, свободной от малейших сле-
дов СГ (проба с 10%-м раствором AgNO3 в присутствии HNO3, оставлен-
ная стоять на несколько часов), 1 мл раствора К2СгО4 и точно отмеривают
в нее небольшое количество раствора AgNO3 до изменения окраски из
светло-желтой, в темно-желтую (для 0.02 н. раствора AgNO3 около 0.18[мл).
Развившаяся окраска будет являться стандартной для конечной точки
титрования. Подобный стандарт недолговечен, и его надо изготовлять
вновь перед работой.
2. Свидетель, представляющий собой немного недотитрованную пробу
примерно с таким же количеством осадка, индикатором и в такой же
колбе. Этот свидетель ставят рядом с титруемой пробой, и титруют по-
следнюю до тех пор, пока цвет ее начнет слегка отличаться от свидетеля.
Приготовить такой свидетель можно из уже оттитрованной пробы, при-
мерно с таким же содержанием СГ, как и в данной исследуемой воде,
в которую затем добавлено несколько капель 0.05 н. раствора КС1, до ис-
чезновения переходной окраски. Искусственно приготовить такой сви-
детель можно, добавив к 100 мл воды (лучше исследуемой) 1.0 мл раствора
К2СгО4 и немного сухого крахмала для имитации осадка. Свидетель
применяется при титровании проб с содержанием СГ свыше 20 мг/л и
при определении нормальности.
Определение СГ аргентометрическим методом лучше производить
при вечернем освещении, что следует иметь в виду при установлении по-
следовательности отдельных определений при анализе проб. Совершенно
недопустимо производить титрование при прямом солнечном свете.
Ход определения. К пробе воды, подготовленной для тит-
рования в конической колбе, приливают раствор К2СгО4 в количестве
1 мл (20 капель), при объеме пробы 100 мл и 0.5 мл (10 капель), при объеме
50 мл и титруют пробу при непрерывном встряхивании колбы раствором
AgN03. При малом содержании СГ уже от первых прибавленных капель
появляется вначале исчезающая красновато-бурая окраска Ag2CrO4;
в этом случае следует титровать очень осторожно по каплям. При значи-
тельном содержании СГ сначала выпадает лишь белый осадок AgCl,
но по мере приближения к концу титрования появляется буроватая
окраска, скорость исчезновения которой постепенно замедляется. Конец
титрования определяется неисчезающей при помешивании окраской слегка
буроватого оттенка, появившейся от одной прибавленной капли. Окраска
ИССЛЕДОВАНИЕ ФИЗИЧЕСКИХ И ХИМИЧЕСКИХ СВОЙСТВ ВОДЫ
291
сравнивается со стоящим рядом «свидетелем» — заведомо недотитрованной
пробой при содержании СГ свыше 20 мг/л и со стандартом при меньшем
содержании СГ.
По достижении окраски, соответствующей конечной точке титрования,
следует еще некоторое время встряхивать колбу с пробой воды, что спо-
собствует освобождению ионов СГ, увлеченных образующимся осадком
AgCl?
Вычисление результатов. В результате титрования
необходимо (после введения поправок на объем применяемой посуды)
ввести поправки на «вызов окрашивания». При малом содержании СГ
(титрование по стандарту) для введения поправки достаточно вычесть
количество миллилитров раствора AgNO3, затраченное при приготовле-
нии стандарта.
При большом содержании СГ (титрование со свидетелем) поправка
на вызов окрашивания определяется опытным путем. Для этого в колбу
отмеривают 100 мл дистиллированной воды (лишенной СГ, лучше дважды
перегнанной), добавляют 1.0 мл раствора К2СгО4 и 200 мг (в зависимости
от количества осадка AgCl в пробах воды) очень мелко истертого сухого
крахмала. Крахмал может быть заменен небольшим количеством (на
кончике ножа) мелко йстертого хим. чист. СаСО3, проверенного на от-
сутствие СГ.1 2
Количество миллилитров раствора AgNO3, затраченное при титровании
приготовленной жидкости до определенного цвета, будет определять
поправку Д100 для объема пробы в 100 мл. Для других объемов поправка
соответственно изменится. Так, если было взято на титрование V мл иссле-
дуемой воды и на них пошло п мл раствора AgNO3, то поправка Д будет
равна:
A А V +П
& Д1оо ' юо ’
Определенная подобным образом поправка на вызов окрашивания
в миллилитрах вычитается из количества раствора нормальности н., пошед-
шего на титрование исследуемой воды при определении. Для 0.1 н. раствора
AgNO3 поправкой на вызов окрашивания можно пренебречь.
После введения поправок на вызов окрашивания вычисление содер-
жания СГ производится по формуле:
х= 35.457 • н.
1000
п~>
где 35.457 — количество миллиграмм СГ, эквивалентных 1 мл 1.0 н. рас-
твора AgNO3; н. — нормальность применявшегося раствора AgNO3;
п — количество миллилитров раствора AgNO3, пошедшее на титрование
пробы (после вычета поправки на вызов окрашивания); V — объем воды
в миллилитрах, взятый для определения.
Пример.
Взято на определение 50 мл воды. На титрование (с учетом поправок калиброва-
ния) пошло 12.47 мл раствора AgNO3, нормальность которого 0.05111. Навызов окраски
1 Из этих соображений удобнее при очень большом содержании С1' титрование
производить не в конической колбе, а в конической рюмке при непрерывном переме-
шивании содержимого стеклянной палочкой.
2 Для проверки 200 мг СаСО3 растворяют в небольшом избытке разбавленной
HNO3 и, прилив 5 капель 10%-го раствора AgNO3, убеждаются в отсутствии СГ (в те-
чение ночи в растворе не должна появиться муть).
19;
.292
О. А. АЛЕНИН
для 100 мл дистиллированной воды идет 0.08 мл данного раствора AgNO3, следова-
тельно:
„ 60
Д = 0.08 • |qq = 0.05.
Откуда содержание С1' равно:
х = 35.46 (12.47 — 0.05) • 0.05111 • = 450.1 — мг С1'/л.
Применяемые растворы. 1. Раствор азотнокислого
серебра (AgNO3) приготовляется различной нормальности, в зависимости
от содержания СГ в водах данного района, а именно: 0.02 н., 0.05 н. и
0.1 н. 0.02 н. раствор азотнокислого серебра приготовляется растворением
3.4 г хим. чист, кристаллического AgNO3 в 1 л дистиллированной воды.
Если получается слегка мутный раствор, то ему дают отстояться несколько
дней и затем осторожно сифонируют. 0.05 н. раствор AgNO3 приготовляется
растворением 8.49 г AgNO3 в 1 л воды. 0.1 н. раствор приготовляется
растворением 16.99 г AgNO3 в 1 л дистиллированной воды. Растворы
AgNO3 должны храниться в темной склянке. Бюретки для раствора
AgNO3 должны быть снабжены стеклянными кранами и периодически
очищаться от выделяющегося металлического серебра (черный налет).
Для предохранения от выпадения последнего следует бюретку в нерабо-
чее время закрывать черным чехлом.
2. Точные растворы хлористого натрия (NaCl) приготовляются из
хим. чист. NaCl, просушенного в течение нескольких часов в тигле при
температуре 500—600° до прекращения потрескивания, что указывает
на полное удаление влаги. Полученный препарат помещают в эксикатор
и по охлаждении отвешивают 2.9227 г. Навеску растворяют в дистилли-
рованной воде с доведением объема до 1 л. Этот раствор является точно
0.05 н. Если навеска a NaCl и объем колбы V были иные, то нормальность
полученного раствора рассчитывается по формуле:
_____ а 1000
Н'2__58.454 • V ‘
0.02 н. раствор NaCl приготовляется растворением в дистиллированной
воде 1.1691 г NaCl с доведением объема до 1 л.
3. Раствор хромовокислого калия (К2СгО4) приготовляется растворе-
нием 100 г К2СгО4 или (NH4)2CrO4 в небольшом количестве воды, добав-
ляют раствор AgNO3 до появления слабого красно-бурого осадка, затем
через 1—2 дня фильтруют и разбавляют фильтрат до 1 л.
Определение нормальности раствора AgNO3.
Для определения нормальности раствора AgN03 пользуются точными
растворами NaCl. Для 0.1 н. и 0.05 н. растворов AgNO3 применяют 0.05 н.
раствор NaCl, а для 0.02 н. раствора AgNO3— 0.02 н. раствор NaCl.
Отмеривают пипеткой в коническую колбу 15 мл точного раствора
NaCl и приливают мензуркой дистиллированную воду до общего объема
в 50 мл. Прибавляют 0.5 мл раствора К2СгО4 и титруют раствором AgNO3
соответствующей концентрации до переходной окраски.
Определение повторяют, и средняя величина берется за результат.
Нормальность раствора AgNO3 вычисляется по формуле:
а
н. = н.9 — ,
2 п
где а — количество мл раствора NaCl, применявшегося для определения
нормальности раствора AgN03; н.2 — нормальность раствора NaCl,
ИССЛЕДОВАНИЕ ФИЗИЧЕСКИХ И ХИМИЧЕСКИХ СВОЙСТВ ВОДЫ
293
п — количество миллилитров раствора AgN03, пошедшее при титровании
(после того, как из него вычтено количество миллилитров этого раствора
на «вызов окраски»).
Посуда: 1) колбы конические на 200 мл — 2; 2) бюретка на 25 мл
(с притертым краном) — 1; 3) пипетка на 15 мл — 1; 4) капельница для
раствора К2СгО4— 1; 5) коническая рюмка на 100 мл — 1; 6) стеклянная
палочка — 1.
Определение содержания сульфатного иона (SO")
Принцип метода. Для количественного определения SO4"
предложено большое количество методов, однако в лабораторных усло-
виях им всем следует предпочесть обычный классический весовой метод,
являющийся наиболее точным и сравнительно несложным. Этот метод
основан на очень малой растворимости сернокислого бария, количественно
выпадающего из раствора (в кислой среде) в результате прибавления
бариевой соли к воде, содержащей S04":
CaSO4 + BaCI2 — BaSO4 CaCl2.
Осадок отфильтровывается, прокаливается и взвешивается в виде
BaS04.
Однако анализ осложняется тем, что условия осаждения, как напри-
мер способ приливания ВаС12, его избыток, количество кислоты,
отстаивание осадка и т. д., влияют на чистоту осадка BaS04 (осаждаясь,
BaS04 увлекает с собой посторонние примеси), его зернистость и про-
никаемость через фильтр. Поэтому важно проводить определение
в строго установленных условиях анализа.
Предварительные указания. Объем воды для опреде-
ления SO4" следует брать в зависимости от его содержания в исследуемой
воде, которое должно быть заранее приблизительно известно.1
При выборе минимально необходимого количества воды для анализа
(в целях ее экономии) можно руководствоваться следующими данными:
Содержание SO4" мг/л Объем воды (в мл) для определения
Менее 50 ........................... 500 и больше
50—200 250
200—500 200
Свыше 500 ............................. 50 и меньше
Если вода окрашена в темно-желтый цвет от большого количества рас-
творенных органических веществ, то отмеренный для определения объем
воды следует выпарить досуха, слегка смочить остаток HNO3 (уд. в.
1.4), прокалить его до удаления органических веществ (под тягой), раство-
рить в дистиллированной воде, подкисленной HG1, и количественно
отфильтровать в стакан для дальнейшего осаждения, причем необходимо
туда же собрать и промывные воды.
1 Приблизительное содержание S04" может быть определено визуально по ко-
личеству осадка BaSO4, выпадающего при приливании в пробирку с 5 мл воды 3 капель
10%-го раствора ВаС12:
отсутствие, мути............................ менее 5 мг SO4/n
слабая муть через несколько минут.......... 5— 10 » »
слабая муть сразу....................... . 10—100 » »
сильная муть............................... 100—500 » »
большой осадок, быстро оседающий.............более 500 » »
294
О. А. АЛЕКИН
Ход определения. Объем воды, взятый в зависимости от со-
держания SO4", выпаривают (в случае малого содержания SO4") или
разбавляют дистиллированной водой, доводя общий объем до 200 мл в
стакане на 500 мл. Затем подкисляют пробу крепкой соляной кислотой
до явно кислой реакции (прибавить в воду 1 каплю метилоранж) и до-
водят почти до кипения. Затем при непрерывном перемешивании стеклян-
ной палочкой приливают но каплям раствор ВаС12 в количестве около 5 мл.
Следует избегать прибавления большого избытка ВаС12; поэтому,
добавив около 5 мл раствора, надо снять пробу с нагревательного прибора
и, дав жидкости немного отстояться, добавить к прозрачной жидкости
над осадком немного раствора ВаС12. При появлении мути добавляют
еще раствора ВаС12.
После полного осаждения S04" стакан накрывают часовым стеклом
и оставляют стоять в течение 1—2 часов на водяной бане или электрической
плитке с невысокой температурой (жидкость не должна кипеть). Осадок
количественно отфильтровывается через плотный беззольный фильтр
(синяя лента), который следует предварительно смочить для уплотнения
96%-м этиловым спиртом. Необходимо следить, чтобы осадок не прохо-
дил через фильтр (фильтрат должен быть совершенно прозрачным). Если
фильтр пропускает осадок, то фильтрование необходимо снова повторить.
Поэтому при фильтровании лучше слить на фильтр сначала только про-
зрачный раствор, а когда раствора останется немного, подставить под
воронку другой стакан, после чего уже переносить на фильтр осадок.
Необходимо тщательно перенести на фильтр малейшие следы осадка, при-
липшего к стеклу стакана (при помощи стеклянной палочки и
маленьких кусочков беззольного фильтра и струи горячей воды из
промывалки). Осадок на фильтре промывают горячей водой, давая
каждой порции полностью стечь, до тех пор, пока в промывных во-
дах не будет G1' (проба с AgNO3). Фильтр с влажным осадком пере-
носят в предварительно прокаленный до постоянного веса тигель.
Тигель закрывают неплотно крышкой, и осадок в нем высушивают
над слабым огнем горелки (пламя горелки должно находиться на несколько
сантиметров ниже дна тигля). После этого, усиливая нагревание, обугли-
вают фильтр, но так, чтобы бумага не воспламенялась и тигель не дово-
дился до красного каления. По окончании обугливания крышку тигля
снимают, тигель наклоняют под углом 45° и, накалив его до темно-красного
каления, дают углю полностью выгореть. Затем прокаливают тигель окон-
чательно до тех пор, пока осадок не сделается белым. Тигель охлаждают
в эксикаторе и взвешивают. Прокаливание повторяют, и если нет измене-
ния в весе, считают определение законченным.
Вычисление результатов. Разница между окончатель-
ным весом тигля с осадком и предварительно установленным весом пустого
тигля дает вес BaS04. Отсюда содержание SO4"(b мг/л) определяется по
формуле:
х = 0.4115 • G • мг8О"/л,
где 0.4115 — пересчетный коэффициент с BaS04 на S04"; G — вес осадка
BaSO4 (в мг); V — объем анализируемой воды.
Пример. Взято на определение 250 мл воды. Вес BaS04 — 125.3 мг. Имеем:
а: = 0.4115 • 125.3 • ^ = 206.2 мг ЭО4/л.
ИССЛЕДОВАНИЕ ФИЗИЧЕСКИХ И ХИМИЧЕСКИХ СВОЙСТВ ВОДЫ
295
Применяемые растворы. 1. 5°/0-й раствор хлористого ба-
рия (ВаС12) приготовляется растворением 6 г хим. чист. ВаС12 • 2 Н2О
в дистиллированной воде в мерной колбе на 100 мл. После растворения
объем доводится до метки.
2. 10%-й раствор хлористого бария (ВаС12) приготовляется аналогично
предыдущему раствору, с той лишь разницей, что берут 12 г ВаС12 • 2Н2О.
До того как раствор довести водой до метки, нужно добавить к нему 10 мл
крепкой соляной кислоты. Употребляется для качественной реакции на
SO/.
3. Соляная кислота (НС1) — хим. чист, концентрированная (уд. в.
1.19).
4. Раствор азотнокислого серебра (AgNO3) приготовляется растворе-
нием 10 г AgNO3 в 100 мл дистиллированной воды, в которую добавляется
1 мл концентрированной HNO3.
5. Раствор метилоранжа тот же, что и при определении Са--.
6. Этиловый (винный) спирт, крепостью 96°.
Посуда: 1) стакан химический на 500 мл — 1; 2) стакан химический
на 250 мл — 1; 3) промывалка на 250—500 мл — 1; 4) воронка диаметром
5 мл — 1; 5) тигель небольшой (лучше платиновый) — 1; 6) капельница
для концентрированной НС1 — 1; 7) капельница для метилоранжа — 1;
8) пробирка — 1; 9) стеклянные палочки, часовые стекла.
ОБРАБОТКА РЕЗУЛЬТАТОВ АНАЛИЗА
Расчет содержания магния (Mg9')
Содержание иона магния определяется расчетом по разности между
найденными анализом величиной общей жесткости и содержаниемСа",
выраженными в мг-экв.
Mg~ = 12.16-(Н — Са-) мг/л.
Пример. Величина общей жесткости воды равна 4.63 мг-экв., содержание
Са-’ — 56.7 мг/л, т. е. 2.84 мг-экв. Имеем:
Mg" = 12.16 • (4.63 —2.84) = 21.8 мг/л.
Расчет содержания закисного железа (Fe'’)
Содержание закисного железа определяется по разности между коли-
чествами общего железа и окисного железа, найденными непосредственно
анализом и выраженными в мг/л..-
Пример. Анализом найдено содержание общего железа 0.78 мг/л, аСокисного
железа 0.63 мг/л. Имеем:
Fe"=0.78 — 0.63 = 0.15 мг/л.
Расчет содержания ионов суммам щелочных
металлов
Общее содержание ионов щелочных металлов вычисляется по разности
между суммой мг-экв. анионов и суммой мг-экв. катионов. При этом учи-
тываются только те ионы, содержание которых больше 0.01 мг-экв. Есте-
ственно, что это определение наименее точное среди прочих определений,
входящих в анализ воды, так как на него падают все погрешности отдель-
ных определений. В случае, если сумма мг-экв. анионов оказывается ниже,
296
О. А. АЛЕКИН
чем сумма мг-экв. катионов, то считается, что Na' и К' отсутствуют. Если
это расхождение значительно (больше 3% по отношению к сумме всех
ионов при общей минерализации свыше 300 мг/л и 5% при общей минера-
лизации ниже 300 мг/л), то, очевидно, в анализе допущены значительные
погрешности.
Для пересчета вычисленного в мг-экв. содержания суммы щелочных
ионов в мг/л надо сумму умножить на эмпирический коэффициент, равный
25.
Пример.
Анализ воды дал следующие результаты (в мг/л):
Са" .... 50.1 HCOg.........210.5
Mg" . . . 15.2 SOi...........24.0
Cl'......... 7.1
Переводим в мг-экв.:
Са" .... 2.50 нсоз..........3.45
Mg" . . . 1.25 SO4...........0.50
---------- Cl'..........0.20
Sft=3.75 ----------
ал=4.15
Разность между Sa и равная 0.40мг-экв., соответствует содержанию
Na‘+K‘ в мг-экв. или, умножая на эмпирический коэффициент 25, полу-
чим 0.40-25.0=10 мг/л.
Расчет общего содержания ионов (Ея)
Общее содержание ионов вычисляется путем суммирования величин
содержания всех найденных по анализу ионов, количество которых пре-
вышает 0.1 мг/л. Чтобы учесть содержание кремния в очень мало минера-
лизованных водах ((Еи ) менее 100 мг/л), относительное количество кото-
рого при данной минерализации существенно, сумму ионов лучше заменить
суммой минеральных веществ, в которую, помимо ионов, следует включить
еще кремний, выразив его условно через SiO2.
Расчет насыщенности воды карбонатом
кальция
Расчет насыщенности воды карбонатом кальция производится на основ
вании произведения активностей:
аСа" • аСО" = К. 1
В случае, если найденная величина К будет ниже 3-6-10~9, вода яв-
ляется ненасыщенной карбонатом, при большей величине — пересыщен-
ной.
Величина активности Са находится по соотношению:
аСа" = /" ~ • 10~3,
' 40
где Са" — содержание Са" в мг/л; f" — коэффициент активности двуза-
рядного иона. Его величина, как уже указывалось выше (стр. 231), равна
коэффициенту активности однозарядного иона во второй степени. Послед-
ИССЛЕДОВАНИЕ ФИЗИЧЕСКИХ И ХИМИЧЕСКИХ СВОЙСТВ ВОДЫ
297
ний вычисляется одним из способов (по формуле или графически), указан-
ных при определении СО2 (стр. 233).
Величина активности СО/ находится по соотношению:
СО"
где СО3 — содержание карбонатного иона в мг/л, найденное по анализу
или, что лучше, рассчитанное (стр. 235); /" — коэффициент активности дву-
зарядного иона, величина которого находится, так же как и для /", при
вычислении активности Са".
Пример. В воде найдены анализом сумма ионов 380 мг/л и содержание Са“
68.4 мг/л. Содержание СО3" вычислено и равно 0.26 мг/л.
Соответственно величине 2и=380 мг/л, пользуясь графиком (фиг. 11), определяют
/'=0.92. Тогда:
/" = (f)2 = (0.92)2 = 0.846.
Находим «Са'':
68.4
аСа" = 0.846 • • 10~3 = 1.45 • 10~3 моля.
Находим аСО"3:
„ 0.26
<гСО3 = 0.846 • -gg- • 10-3 = 3.66 • 10~3 моля.
Подставляя найденные величины аСа" и аСО3" в приведенное выше уравнение
произведения их активностей, убеждаемся, что полученная величина 5.3 • 10~9 больше,
чем 3.6 • 10“8, т. е. вода пересыщена в отношении карбоната кальция.
Графические способы изображения результатов
гидрохимического исследования водоемов
Изменение отдельных ингредиентов химического состава воды может
быть наглядно выявлено, если полученные анализом величины изобразить
в виде графиков.
Для озер можно рекомендовать составлять три типа графиков: 1) из-
менение содержания ингредиента по глубинам; 2) изменение содержания
ингредиента на разных глубинах по какому-либо профилю; 3) изменение
содержания данного ингредиента на разных глубинах во времени (суток,
месяца, года).
Для реки целесообразно составлять графики, отображающие: 1) из-
менение содержания данного ингредиента в данном пункте реки в течение
года (суток, месяца, года); 2) изменение содержания ингредиента по тече-
нию реки; 3) изменение содержания ингредиента по живому сечению реки.
Графически изображать следует только те ингредиенты, которые под-
вержены значительным изменениям: для озер к таковым в первую очередь
гтносятся: О2,СО2, pH, при некоторых условиях Fe, а также ряд других.
Для рек годичный ход изменений обычно хорошо выражен для всех ин-
гредиентов, в том числе и для главнейших ионов.
Графики вычерчиваются на миллиметровой бумаге, причем в целях
лучшей сравнимости желательно соблюдение для различных объектов
сходных размеров масштаба. В случае нанесения на один график несколь-
ких ингредиентов следует кривые изображать разными цветами.
Графики, изображающие изменение ингредиента в пространстве —
с глубиной, по профилю или по длине реки, — должны быть построены
298
О. А. АЛЕКИН
по материалам, собранным более или менее одновременно или в пределах
возможно более короткого времени, в течение которого не может произойти
значительного изменения их содержания в воде.
На графиках, изображающих изменение ингредиента по длине и глу-
бине, проводятся изолинии, т. е. плавные линии, соединяющие точки на
профиле или разрезе с равным содержанием данного ингредиента. Эти
точки находятся интерполяцией между точками с найденными анализом
величинами. На графиках, изображающих изменение ингредиента по глу-
бинам в зависимости от времени, эти линии (изоплеты) носят более
сложный характер. Изолинии и изоплеты проводятся через определенные,
обычно равные интервалы величин. Густота изолиний и изоплет опреде-
ляется величиной наблюдаемых колебаний ингредиентов в данном водоеме.
Примечание редакции. Помимо тех ингредиентов, ко-
торые описаны в главе 50, гидробиологам и гидрохимикам приходится
иметь дело с определением биологического потребления кислорода (ВПК),
определением органического углерода и органического азота, а также с ана-
лизами микроэлементов и всякого рода загрязнений.
Не имея возможности привести здесь описания соответствующих мето-
дик, мы отсылаем читателя к литературным источникам.
1. Определение ВПК: С. М. Драчев, А. С. Разумов, С. В. Бруевич,
Б. А. Скопинцев, М. Т. Голубева. Методы химического и бактериологи-
ческого анализа воды. Медгиз. 1953.
2. Определение органического углерода: Драчев и соавт. (цитировано
выше); Л. П. Крылова. Микрометод определения углерода органического
вещества пресных вод. Гидрохим. мат., т. 20, 1953.
3. Определение органического азота: Драчев и соавт. (цитировано
выше); Т. В. Дышко. Применение метода микрокьельдаля к определению
органического азота в природных водах. Гидрохим. мат., т. 20, 1953.
4. Определение микроэлементов: марганец — О. П. Опарина. Опре-
деление марганца в питьевой воде. Инструкц. по метод, полн. хим. ана-
лиза воды, 1938; медь — М. Т. Голубева. Определение меди с диэтилдитио-
карбанатом натрия. Санитария и гигиена, в. 5, 1946.
5. Определение фенола: Драчев и соавт. (цитировано выше).
ЛИТЕРАТУРА
Алекин О. А. Исследование Телецкого озера зимой 1931 г.ГИзвЛГос. гидро-
лог. инет., 36, 1931.
Алекин О. А. Опыт конструкции походной лаборатории для полевого гид-
рохимического анализа при лимнологических работах. Исследование озер, 2, 1933.
Алекин О. А. и Н. М. Андреева. Определение общей жесткости при-
родной воды по методу Бляхера. Тр. н.-иссл. учр. Гидрометслужбы, 32, сер. IV, 1946.
Алекин О. А. и Н. М. Андреева. Расчет постоянной жесткости воды
по данным анализа. Тр. Гос. гидролог, инет., 4, 1948.
Аничкова Н. И. Методика определения в воде фосфора. Тр. Вост.-Сиб.
научн. рыбн. хоз. ст., 6, 1, 1932.
Безель Л. И. Методика определения железа в окрашенных водах. Заводск.
лаборат., 7, 1948.
Бережанский Л. Г., Л. Н. Шустова, М. Маевская. Электро-
проводность как метод исследования воды. Тр. II Всесоюзн. (XIV) водопроводн. и
сан.-техн. съезда в г. Харькове в 1927 г., М., 1929.
Б е р л ь-Л у и г е. Химико-технические методы исследования, II. I, 1, Объед.
н.-техн. изд., 1936.
Бруевич С. В. Методика химической океанографии. М.—Л., 1933.
Бруевич С. В. и Б р у к. Определение нитратов в пресных водах дифенил-
аминовым методом. Журн. прикл. химии, 10, 12, 1937.
ИССЛЕДОВАНИЕ ФИЗИЧЕСКИХ И ХИМИЧЕСКИХ СВОЙСТВ ВОДЫ
299
Бруевич С. В. и Ф. Е. Варфоломеева. Быстрое потенциометри-
ческое определение очень малых количеств хлоридов. Журн. прикл. химии, 8, 2, 1935.
Бруевич С. В., Н. Н. Зубов и В. В. Ш у л е й к и и. Океанографиче-
ские таблицы. М., 1931.
Бруевич С. В. и А. А. Костромина. Определение органического и
минерального фосфора в природных водах. Жури, прикл. химии, 5, 4, 1938.
Бруевич С. В. и Е. И. Плоти и к о в а. Определение фосфатов в мут-
ных и окрашенных природных водах. Жури, прикл. химии, 9, 5, 1936.
Бутырин П. Н. и Ф. Ф. Л а п т е в. Таблицы для пересчета анализов воды
в эквивалентную форму. М., 1933.
Вайнштейн Г. М. и Л. Б. Казакова. Применение фотоэлектрического
колориметра в анализе воды. Водоснабж. и сан. техника, 6, 1937.
Верещагин Г. Ю. Методы полевого гидрохимического анализа в их при-
менении в гидрологической практике. Л., 1933.
Верхало Н. Я. и В. А. Сергеев. Руководство к практическим занятиям
по гидрогеологии. Изд. Лен. гос. унив., 1940.
Веселовский Н. В. Определение натрия цинкоуравниловым методом.
Гидрохимия, мат., XII, 1941.
Волжин В. А. Анализ воды. Екатеринослав, 1912.
Воробьев Н. И. Метод быстрого определения количества растворенного
в воде вещества электрометрическим путем. Водоснабж. и сан. техника, 9, 1939.
Воронков П. П. Способ графического расчета результатов колориметри-
рования. Тр. Гос. гидролог, инет., 4 (58), 1948.
Гиллебранд В. Е. и Г. Е. Лендель. Практическое руководство по
неорганическому анализу. М., 1937.
Гусинская С. А. Фотоколориметрическое определение нитратов в природ-
ных водах. Научи, зап. Днепропетр. гос. унив., XV, 2, 1940.
Давыдов О. Л. иВ. Ф. Стефановский. Фотоэлемент в колориметри-
ческом анализе. Вести. Инет. физ. химии, 5, Киев, 1936.
Данильченко П. Т. иН. Н. Чигири н. К методике определения
кислорода в присутствии сероводорода. Тр. Крымск, н.-иссл. инет., 1, 2, Симферополь,
1927.
Долгов Г. И. Определение удельной электропроводности воды как разве-
дочный метод лимнологических исследований. Изд. Севанск. озерн. ст., Ереван, 1931.
Драчев С. М. иФ. И. Гинзбург. Меряурометрический метод определе-
ния малых количеств хлоридов. Журн. прикл. хим., 8, 6, 1935.
Драчев С. М. и Р. Калашникова. Консервирование проб воды и
водных вытяжек из почвы. Журн. прикл. химии, 5, 5, 1932.
Евланова А. В. и Л. А. Штуковская. Технический и санитарный
анализ воды в условиях экспедиции. М., 1933.
Захарьевский М. С. Походный pH-метр. Заводск. лаборат., 4/5, 1946.
Инструкция по производству гидрологических работ на речных станциях.
Гос. гидролог, инет., Гидрометеоиздат, Л.—М., 1938.
Карпов Б. Г., 10. Н. К н и п о в и ч и Ю. В. М о р а ч е в с к и й. Анализ
минерального сырья. Изд. 2-е, Л., 1956.
Карякин Ю. В. Чистые химические реактивы. М.—Л., 1947.
Кашинский П. А. Об оценке правильности результатов анализа воды
в условиях работы по составлению водного кадастра. Гидрохим. мат., IX, 1936.
Кашинский П. и Е. Губарева. Опыты по применению некоторых ме-
тодов определения солевых примесей в воде. Гидрохим. мат., VI, 1930.
К л ю т Г. Исследование воды на месте. М., 1931.
Кольтгоф И. М. и Г. А. Лайтинен. Определение концентрации во-
дородных ионов и электротитрование. Пер. под ред. И. С. Пржевальского. М.,
1947.
Косман О. М. Определение калия кобальтонитритным способом. Журн.
прикл. химии, в, 2, 1933.
Краткое руководство по химическому анализу вод в экспедиционных усло-
виях. Под ред. Кашинского. АН СССР, 1941.
Кривенцов М. И. Нефелометрическое определение калия в природных во-
дах. Почвоведение, 1, 1947.
Кривенцов М. И. Об условиях осаждения кобальтинитрита калия-натрия
при определении малых количеств калия. Гидрохим. мат., XV, 1948а.
Кривенцов М. И. Титрование выделенного осадка кобальтинитрита калия-
натрия перманганатом при гидрохимическом анализе. Гидрохим. мат., XV, 19486.
Ложкин В. В. Полевой химический анализ воды. М., 1933.
Малинина В. С. Исследование воды. М., 1933.
300
О. А. АЛЕШИН
Методы химического исследования питьевых и сточных вод, Н.-иссл. сан.
инет. им. Эрисмана, М., 1938.
Мисловицер Е. Определение концентрации водородных ионов в жид-
костях. М., 1932.
Мосевич Н. А. Инструкция по гидрологическому исследованию озер.
Изв. Всесоюзн. н.-иссл. инет, озерн. и речи. рыбн. хоз., 18—19, 1934.
Палей П. Н. Анализ воды. Руководство по полезным ископаемым, III, М.—Л.,
1931.
Перфильев Б. В. пМ.В. Зелен ков а. К методике колориметрического
определения ионов из малых количеств. Тр. Бородинск. пресноводн. биолог, ст. в Ка-
релии, V, 1927.
Приклонский В. А. Изучение физических свойств и химического состава
подземных вод. М.—Л., 1935.
Резник Б. Д., Л. С. Калитаева иГ. М. Гинзбург. Микрофотоко-
лориметр и его применение к анализу воды в полевых условиях. Научн. зап. Днепро-
петровск. гос. унив., 30, 1948.
Резников А. А. и В. В. Верещагин. Универсальный фотонефелометр-
колориметр. Мат. Всесоюзн. н.-иссл. инет., геохимия, сб. 6, М.—Л., 1947.
Резников А. А. иЕ. П. М уликов с к и й. Химический анализ при-
родных вод на месте. Объед. н.-техн. изд., 1935.
Резников А. А. и А. С. Стари к-С м а г и н а. Полярографическое
определение натрия и калия в природных водах. Изв. АН СССР, отд. хим. наук, 1947.
Рождественский Е. Д. Полевой химический анализ воды и ее оценка
для различных целей, II. Тр. Среднеаз. н.-иссл. инет, ирригации, 39, 1937.
Руководство по химическому анализу вод суши. Составлено О. А. Але-
ниным. Гидрометеоиздат, М.—Л., 1941.
Скопинцев В. А. О кислородном эквиваленте органических веществ при-
родных вод. Докл. АН СССР, 58, 9, 1947.
Скопинцев В. А. Перманганатный метод определения органического
вещества в морской воде, определение окисляемости. Тр. Гос. океанограф, инет., 10,
Скопинцев Б. А. и М. Т. Голубева. Условия коагуляции гуминовых
вод сернокислым алюминием. Сан. техн., 9, 1934.
Скопинцев Б. А. и Ю. С. Овчинникова. Определение растворен-
ного кислорода в водах, содержащих различные окислители и восстановители. Журн.
прикл. химии, VI, 6, 1933.
Скопинцев В. А. иЕ И. Плетнева. О предупреждении выщелачи-
вания кремнекислоты при хранении природных вод в стеклянной посуде. Журн.
прикл. химии, X, 7, 1937.
Славянов Н. Н. Эквивалентная форма выражения анализа воды и ее при-
менение. Матер, по общ. и прикл. геолог., 97, 1929.
Славянов Н. Н. Таблицы пересчета химических анализов воды. М., 1932.
Стандартные методы химического и бактериологического исследования
воды. Под ред. Этингера. М.—Л., 1940.
Фатчихина О. В. Метод определения окисляемости воды хромовой смесью.
Гидрохим. мат., XV, 1948.
Хлопин Г. В. Химические и микробиологические методы исследования са-
нитарных исследований питьевых и сточных вод, I. Л., 1930.
Черновская Е. Н. Изменение химического состава проб воды при их
хранении. Тр. н.-иссл. учр. Гос. упр. Гидрометслужбы СССР, сер. IV, 32, Л., 1946.
Чирков С. К. Определение солевого и белкового аммиака в питьевых водах.
Журн. прикл. химии, 5—6, 1946.
Щербаков А. П. Определение органического азота и общего фосфора
в пресных водах. Тр. Лимнолог, ст. в Косине, 18, 1934.
Methoden zur Bestimmung der Alkalinitat natiirlicher Wasser. V. Hydrobio-
logische Konferenz der Baltischen Staaten. Finland, Juni 1936, Mit. 10 A, 1936.
Standart Methodes for the Examination of Water and Sewage. 1936.
Глава 51
МЕТОДИКА ИЗУЧЕНИЯ ФИЗИЧЕСКИХ СВОЙСТВ,
МЕХАНИЧЕСКОГО И ХИМИЧЕСКОГО СОСТАВА
ДОННЫХ ОТЛОЖЕНИЙ
В. Д. КОНШИН и С. Б. КАДЕН
При изучении физических свойств отложений обычно делаются опре-
деления их удельного веса, вязкости, пластичности, теплоемкости, тепло-
проводности и некоторые другие. Механический и химический анализ
дают возможность выяснить вопрос о величине частиц, составляющих
отложение, сделать заключение о влажности последнего, о физико-хими-
ческих особенностях грунтового раствора (pH, электропроводности,
окислительно-восстановительном потенциале) о неорганическом и орга-
ническом комплексе компонентов твердой и жидкой фаз изучаемого отло-
жения.
МЕТОДЫ ИЗУЧЕНИЯ МЕХАНИЧЕСКОГО СОСТАВА
ОТЛОЖЕНИЙ
Изучение механического состава отложений состоит в разделении их
на ряд фракций по размеру частиц и в определении процентного содержа-
ния каждой фракции.
Механический анализ отложений распадается на 2 этапа: 1) подго-
товка к анализу навески и 2) самый анализ.
Подготовка к анализу состоит в основном в разрушении комочков
и агрегатов. Это осуществляется осторожным растиранием образца после
кипячения его с водой или обработки аммиаком, содой или едкой щелочью.
Сушки образца следует избегать, так как при этом образуются агрегаты,
которых не удается полностью разрушить при последующем размачивании
и разминании.
По С. А. Щукареву (1932), механический анализ проводится после обра-
ботки образца 10%-й соляной кислотой. В этом случае можно дать заклю-
чение лишь о механическом составе силикатных частиц.
Для производства самого анализа существует ряд способов, из которых
иаиболеее приняты методы Сабанина, Робинсона и Осборна. Описание
первых двух методов дано в руководствах по механическому анализу почв,
например у Е. А. Домрачевой (1939). К. К. Гильзен (1908) для исследо-
вания грунта озер предложил пользоваться методом Осборна, разделяю-
щего все почвенные частицы по величине на две группы — крупнозем
и мелкозем. Диаметр первых — от 3 до 0.25 мм включительно. Эта группа
разбивается на три подгруппы с размерами: а) от 3 до 1 мм, б) от 1 до 0.5 мм
и в) от 0.5 до 0.25 мм включительно.
302
В. Д. КОНШИН И С. Б. КАДЕН
К мелкозему отнесены все частицы мельче 0.25 мм. Эта группа также
подразделяется на три подгруппы: а) мелкий песок — от 0.25 до 0.05 мм:,
б) ил — от 0.05 до 0.01 мм и в) пыль и глина — меньше 0.01 мм.
Крупнозем отсеивается при помощи системы металлических сит, встав-
ленных одно в другое (отверстия 3, 1, 0.5 и 0.25 мм), после чего отдельные
фракции взвешиваются. Для разделения мелкозема на подгруппы не-
большое количество образца (30 г) при осторожном разминании комочков
пропускают через сито с ячеями в 0.25 мм. Сито держат опущенным в чашку
с дистиллированной водой. Мутную воду выливают в химический стакан
и, пользуясь неодинаковой скоростью осаждения частиц различной вели-
чины, сливают при помощи сифона отдельные слои оседающих частиц,
проверяя размеры последних под микроскопом. Разделенные, фракции
высушиваются в фарфоровых чашках при 100°, после чего производится
взвешивание.
Подробные исследования методик в Гидрохимическом институте вы-
яснили близкое совпадение результатов по методам Сабанина и Осборна
[в видоизменении П. К. Кашинского (1901)], в то время как результаты
по методу Робинсона сильно от них отличаются (Веселовский, 1948). Метод
Осборна—Кашинского рекомендуется Гидрохимическим институтом как
наиболее пригодный.
Так как скорость оседания частиц, взвешенных в жидкости, зависит
не только от их величины, но и от удельного веса, то частицы органического
вещества будут оседать медленнее, чем минеральные того же размера,
и попадут в иную фракцию, что искажает результаты. Чтобы избежать
этого, некоторые предлагают прокаливать навеску и определять, таким
образом, механический состав не всего ила, а лишь его минеральной части.
Однако при этом изменяется механический состав последней за .счет по-
явления мелких неорганических частиц золы сгоревшего органического
вещества, а также за счет распадения частиц при прокаливании. Ввиду
этого мы считаем наиболее целесообразным оперировать с непрокаленными
отложениями.
ГРУНТОВОЙ РАСТВОР
Грунтовым раствором называется вода данного водоема, пропитываю-
щая донные отложения и метаморфизированная в процессе диагенеза.
Изучение его имеет важное значение при выяснении зависимости между
грунтом и придонной водой. Грунтовой раствор состоит из воды и раство-
ренных в ней веществ. Определение их происходит независимо друг от
Друга.
Определение влажности грунта
Обычным способом определения влажности грунта является высуши-
вание навески грунта в сушильном шкафу при 105—110°. Понятно, что
взятие навески для определения влажности должно быть произведено
возможно скорее после взятия образца, который должен быть тщательно
перемешан для достижения однородности. Можно, конечно, отложить
определение влажности на некоторое время при условии предохранения
образца отложений от испарения влаги, что достигается, например, хра-
нением его в банке с залитой пробкой. Хорошо сохраняется естественная
влажность образцов и при хранении их в резиновых медицинских пузырях
для льда. Однако при хранении грунта происходит обычно отделение им
части воды, после чего достичь однородности перемешиванием для взятия
средней пробы весьма трудно. При достаточно большой навеске (10—20 г),
МЕТОДИКА ИЗУЧЕНИЯ ДОННЫХ ОТЛОЖЕНИИ
303
хотя высушивание и идет медленнее, ошибка от неоднородности и погреш-
ность самого определения сказываются меньше. Сушку удобно произво-
дить в бюксах с притертыми крышками или, если имеют в виду дальнейшее
определение потери от прокаливания, — в небольших тиглях с крыш-
ками. В последнем случае ввиду возможного поглощения влаги при взве-
шивании это последнее должно производиться возможно быстрее. Сушку
ведут в первый раз до высушивания образца (обычно заметно на глаз по
изменению окраски), последующие высушивания ведут по Р/2 — 2 часа
до постоянного веса или до начавшегося его повышения (вследствие окис-
ления) .
Этот метод прост, однако он не может дать точных результатов, так
как высокая температура вызывает, с одной стороны, разложение неко-
торых веществ с выделением газообразных продуктов, с другой — окисле-
ние, ведущее к увеличению веса. Кроме того, при этой температуре не
происходит полного удаления кристаллизационной воды. В целях послед-
него П. К. Кашинский, К. Г. Лазарев и М. Копарев (1932) предлагают
вести сушку вещества с предварительным добавлением соды, чтобы пере-
вести гипс в натриевую соль и избегнуть потери хлористого водорода при
разложении хлористого магния. Кроме того, Гидрохимический институт
рекомендует определять воду высушиванием навески с NaF или отгонять
ее с толуолом с добавлением к грязи NaF в аппарате Дина и Старка.
Определение веществ грунтового раствора
Определение веществ в грунтовом растворе производилось прежде
путем их извлечения с помощью водной вытяжки. Однако обработка водой
отложений смещает в них равновесие между твердой и жидкой фазами
и ведет к растворению ряда веществ, находившихся в твердом состоянии,
а также к обменным реакциям. В результате состав водной вытяжки ока-
зывается иным сравнительно с грунтовым раствором. Поэтому от такого
определения веществ в грунтовом растворе необходимо совершенно отка-
заться.
Надежными способами получения грунтового раствора являются ме-
тоды отжимания, отсасывания и центрифугирования. Для точности про-
изводимых определений необходимо в первую очередь сохранение концен-
трации получаемого грунтового раствора, для чего надо предохрянять
как раствор, так и самый грунт от испарения.
Отжимание производится на каком-либо прессе, лучше винтовом,
так как он позволяет применять значительное давление, медленно его
увеличивая. Грунт для отжимания заворачивается в вываренную и хо-
рошо промытую в дестиллированной воде бязь. Метод не применим к пес-
чанистым грунтам. Грунтовый раствор, особенно первые его порции, по-
лучаются мутными.
Метод отсасывания производится на воронке Бюхнера через бумажный
фильтр при помощи насоса. Под конец воронки подставляется пробирка
в качестве приемника. В колбу, где создается разрежение, наливается
немного воды для насыщения воздуха, чем предупреждается испарение
фильтрата. Обычно фильтрат с самого начала прозрачный, иногда же, осо-
бенно для песчаных грунтов, и он дает муть. Метод применим и к песча-
ным грунтам. Большим преимуществом метода является возможность про7
изводить отсасывание нескольких образцов одновременно. Полученный
фильтрат годен для определения биогенных элементов, но не пригоден
304
В. Д. КОНШИН И С. Б. КАДЕН
для определения pH и газов, определение же в нем хлора неточно вслед-
ствие частичного испарения проб.
Безупречным для упомянутых определений является центрифугиро-
вание грунта в заполненных до верха и герметически закрытых стеклян-
ных сосудиках, в качестве которых наиболее удобными являются толсто-
стенные трубочки, закрывающиеся с обоих концов резиновыми пробками
и заливающиеся парафином. В этих условиях испарения пробы почти не
происходит. Раствор получается вполне прозрачным. Однако в применении
к песчаным грунтам центрифугирование не позволяет выделить грунтовой
раствор.
Полученный грунтовой раствор в случае его мутности необходимо
осветлить. Фильтрование непригодно вследствие возможности испаре-
ния и адсорбции некоторых веществ на фильтре, что при малом количестве
раствора исказит результаты. Для осветления применяется коагуляция
путем прибавления тех или иных веществ в зависимости от последующего
определения.
В грунтовом растворе могут определяться: pH, щелочность, плотный
осадок, осадок при прокаливании, а также ряд химических ингредиентов.
Вследствие трудности получения достаточных количеств грунтового рас-
твора здесь особенно применимы микрометоды. Разработка их специально
для грунтовых растворов морских отложений дана у С. В. Бруевича (1944):
определения pH, хлора, щелочности, аммиака, фосфатов, кремния, полу-
торных окислов и окисляемости.
Ни одним из упомянутых методов раствор из грунта целиком не из-
влекается, поэтому обычно делается пересчет по определению общего ко-
личества воды в отложении или отмыванием из него всего хлора. Сравне-
ние полученного общего количества хлора с его количеством в выделенном
грунтовом растворе позволяет, вследствие растворимости всех соединений
хлора и отсутствия его адсорбции, вычислить переходный коэффициент
для количества всего раствора.
Изящный метод для определения электропроводности в одной капле
илового раствора в специально для этого сконструированном приборчике
предложен Пелыпем (1939). Подробное описание этого метода дано в его
статье.
ФИЗИЧЕСКИЕ СВОЙСТВА ДОННЫХ ОТЛОЖЕНИЙ
Эти свойства обычно определяются в бальнеологических целях, хотя
многие из них могут характеризовать отложения и как среду обитания.
Удельный вес отложений
Удельный вес твердой фазы отложений (включая и вещества грунто-
вого раствора) определяются (Домрачева, 1939) путем взвешивания пикно-
метра сначала с прокипяченной дистиллированной водой, а затем с сухой
навеской отложений, предварительно тщательно смоченной водой и про-
кипяченной с ней для удаления воздуха (при доливании до метки той же
водой). Удельный вес вычисляется по следующей формуле.
/) = —:-f---тг ,
где D — удельный вес отложений; А — вес пикнометра с водой; В — вес
высушенного образца отложений; С — вес пикнометра с водой и пробой.
МЕТОДИКА ИЗУЧЕНИЯ ДОННЫХ ОТЛОЖЕНИИ
305
Можно взвешивать пикнометр и с навеской естественного сырого ила,
доливая его до метки дистиллированной водой и затем уменьшая вес на-
вески на количество содержащейся в ней воды.
Удельный вес отложений, включающий и воду (иначе, так называемый
объемный вес), следует определять взвешиванием определенного объема
отложений в пикнометре (или другом сосуде, точный объем которого из-
вестен), в зависимости от консистенции заливая его целиком или заполняя
вырезанной призмой определенного объема (10—20 куб. см). Деля вес
взятого образца на его объем, выраженный в куб. см, полу-
чим его удельный вес.
Темплоемкость, теплопроводность, светопоглощение, вяз-
кость, пластичность отложений имеют значение главным
образом в бальнеологии и потому здесь не рассматриваются.
При изучении отложений как биотопа наибольшее значе-
ние имеет светопоглощение и теплоемкость для тех отло-
жений, которые лежат на сравнительно небольшой глубине
и которые могут непосредственно прогреваться солнцем.
Абсолютная влагоемкость, или (по Лебедеву) максималь-
ная молекулярная влагоемкость, грунта находится в зави-
симости от механического состава грунта и может давать ее
суммарную характеристику. Ее определение по методу пле-
ночного равновесия описано Бруевичем (1948).
Водоудерживающая способность грунта (полная влагоем-
кость) имеет большое значение, так как может быть исполь-
зована для характеристики важнейших свойств грязи (ее
коллоидности, теплоемкости, теплопроводности и т. д.).
Методика определения приведена у Лазарева (1949).
Окислительно-восстановительный потенциал отложений
имеет большое значение для познания интенсивности многих
биохимических процессов. Определение его производится
электрометрическим методом в специальном сосудике,
Фиг. 1. Со-
суд Кузне-
цова для
определения
окислитель-
но-восстано-
вительного
потенциала
в иле. (По
Кузнецову,
1935).
предложенном С. И. Кузнецовым (1934). Этот сосудик
(фиг. 1) представляет собой стеклянную трубку диаметром 1.5—2 см и дли-
ной 10—15 см, закрывающуюся двумя каучуковыми пробками. Одна —
сплошная — должна иметь возможность двигаться внутрь трубки, дру-
гая имеет 2 или 3 отверстия. В одно из отверстий вставляется дважды изо-
гнутая в виде колена соединительная трубка, служащая сифоном; встав-
ляют ее в пробку как раз в уровень с нижним концом пробки так, чтобы
она не высовывалась из нее. В другие два отверстия вставляют гладкие
цлатиновые электроды, впаянные в стеклянные трубки. После взятия
монолита ила в него врезают стеклянную трубку и закрывают ее верхней
пробкой так, чтобы иловый раствор заполнил соединительную трубку, ко-
нец которой затем зажимают. После этого, вынув трубку из грунта, за-
крывают ее нижней пробкой так, чтобы между грунтом и пробкой не оста-
лось воздуха. Сифончик опускают в промежуточный сосудик с насыщенным
раствором хлористого калия и определяют электродвижущую силу. по
методу Погендорфа—Боша.
В тесной связи с окислительно-восстановительным потенциалом .на-
ходится способность грунта поглощать кислород. Определение этой
способности имеет практическое значение, особенно в смысле поглощения
кислорода зимой, когда возможны рыбные заморы. Подобного рода опре-
деления производились в начале XX столетия А. А. Лебединцевым (1904,
1908) на Никольском рыбоводном заводе и в 1923 г. Б. С. Грезе с грунтом
20 жизнь пресных вод, т. IV. ч. 2
306
В, Д. КОНШИН И С. Б. КАДЕН
оз. Глубокого. В первом случае грунт перемешивался с водой и остав-
лялся стоять на 3—4 суток, когда после отстаивания начинались опреде-
ления кислорода. Грезе предварительно помещал их в сосуд и затем наверх
осторожно на погруженное блюдце наливал воду. Вследствие отсутствия
взмучивания определение кислорода было возможно уже на вторые сутки..
Активная реакция отложений определяется электрометрически с хин-
гидронным электродом (см. гл. 50 настоящей книги).
Г. С. Карзинкин и С. И. Кузнецов (1931) рекомендуют не опускать,
электрод в ил, а держать его в суспензии над осевшим илом, в противном,
случае цифры получаются недостаточно точными.
Поглотительная способность
Поглотительная способность донных отложений есть проявление ихг
коллоидных свойств. Изучение способности илов поглощать отдельные
анионы и катионы имеет большое значение для познания взаимодействия
между водной массой и илами, что имеет практическое значение при про-
ведении удобрения прудов. Как показали исследования А. А. Потапова
(1951), состав и соотношение обменных оснований илов некоторых озер
Калининской области влияет наряду с другими факторами на характер и
состав водных гидрофитов. Поглотительная способность илов изучается
методами, применяемыми в почвоведении (Гедройц, 1935).
Кроме изучения поглощения отдельных катионов и анионов, познанию,
поглотительной способности донных отложений способствует изучение
поглощения некоторых красок (Скадовский, 1941). Изучаются и другие
физико-химические свойства отложений, зависящие от их коллоидных
свойств, как то: быстрота осаждения, заряд коллоидов, гидрофобность,
и т. д.
МЕТОДЫ ИЗУЧЕНИЯ ХИМИЧЕСКОГО СОСТАВА ОТЛОЖЕНИЙ
Методы изучения неорганического
вещества отложений
Ввиду невозможности выделения всей жидкой фракции грунта обычно-
производится анализ всего отложения целиком и затем в случае необхо-
димости вычисляется состав твердой фазы путем вычитания из общего-
количества тех или других веществ их количества в жидкой фазе.
Что касается изучения неорганического вещества отложений, то в пер-
вую очередь следует остановиться на определении общего его количества.
Обычным способом определения является прокаливание его на горелке
или в муфельной печи, причем остаток от прокаливания принимается за
неорганическое вещество, а потеря от прокаливания — за органическое
вещество. Надо отметить условность такого разделения, так как к неорга-
ническим в этом случае относятся все несгорающие соединения, хотя бы
они входили в состав органического вещества. С этой оговоркой определе-
ние прокаливанием дает близкие к истинным результаты для отложений,
не содержащих карбонатов и хлоридов, разлагающихся при высокой темпе-
ратуре с выделением газообразных продуктов. В случае же наличия карбо-
натов и хлоридов правильные результаты можно получить одним из следую-
щих способов: 1) вести прокаливание при высокой температуре для
полного удаления углекислоты и хлоридов; к полученному остатку от про-
каливания прибавить их количества, определенные особо; 2) вести прокали-
МЕТОДИКА ИЗУЧЕНИЯ ДОННЫХ ОТЛОЖЕНИЙ
307
вание в обычных условиях, в остатке от прокаливания определить угле-
кислоту и хлориды и внести поправку на улетучившиеся вещества по
суммарным их количествам, определенным особо; 3) вести прокаливание
не выше 600°, так как до этой температуры не происходит заметного раз-
ложения карбонатов (кроме MgCO3 и NaCl).
Г. П. Максимюк (1948) рекомендует определять углекислоту карбо-
натов в видоизмененном кальциметре Гейслера (фиг. 2). Прибор заряжают
7—10 мл НС1, разведенной в отношении 1 : 1, и 1.5—2.0 мл концентри-
рованной H2SO4 (для поглощения водяных паров), затем взвешивают, и
после этого в колбу прибора помещают навеску грунта от 0.5 до 10 г.
Прибор снова взвешивают и, осторожно открывая кран трубки 1, вводят
в колбу прибора по каплям соляную кислоту.
После прекращения видимого выделения СО2 кран
закрывается и прибор нагревается на этернитовой
плитке до 70°. После охлаждения и удаления ре-
зиновой грушей остатков СО2 прибор взвешивает-
ся. Разница в весе прибора до и после выделения
СО2 равняется количеству углекислоты, содержав-
шейся в навеске.
При определении зольности к остатку от про-
каливания прибавляют найденное количество угле-
кислоты.
Определение общего количества неорганиче-
ских веществ можно также находить по сумме
основных компонентов, определяемых при пол-
ном валовом анализе. Остальные элементы входят
в состав отложений в таких ничтожных количе-
ствах, что пренебрежение ими не внесет суще-
ственной ошибки в определение общего количе-
Фиг. 2. Кальциметр Гей-
слера, видоизмененный
Крюковым. (По Макси-
мюк, 1948).
ства неорганического вещества.
Более подробное изучение неорганической части
донных отложений состоит в определении входящих
в его состав неорганических компонентов. Наиболь-
шим распространением пользуется валовой неорга-
нический анализ, хорошо разработанный для почв и пород и ведущийся
теми же методами. Основными определяемыми компонентами в этом анализе
являются SiO2, Fe---, АГ", Р04"', Са--, Mg", Мп--, S04", Cl', СО3". Он
может быть дополнен рядом определений других элементов и соединений.
Описание этих методов можно найти в полных сводках К. К. Гедройца
(1935), В. Ф. Гиллебранда и Г. Э. Лендель (1935) или в более кратком
руководстве Е. А. Домрачевой (1939), а также в известных курсах коли-
чественного химического анализа Ф. П. Тредвелла (1946), И. М. Кольт-
гофа и Е. Б. Сендэл (1948) и др.
Подробное изучение условий применимости отдельных методов к ана-
лизу донных отложений проводилось в Гидрохимическом институте.
Результаты этих работ напечатаны в «Гидрохимических материалах».
В случае необходимости определить наличие элементов, встречающихся
в незначительном количестве, применяется спектральный анализ (Титов,
1949).
Хотя валовой неорганический анализ применяется весьма широко.,
он может дать только самое первое приближение к познанию отложений.,
так как для ряда наиболее важных соединений большое значение имеет не
столько общее их количество, сколько та форма, в которой они находятся.
20*
308
В. Д. КОНШИН И С. Б. КАДЕН
Без этого невозможно и сравнительное изучение различных отложений.
Значение валового анализа скорее является вспомогательным в качестве
контроля за полным учетом всего количества отдельных элементов при
более подробном определении их различных форм.
Гораздо больше, чем валовой анализ, дает раздельное изучение легко
подвижных неорганических соединений, которые или осаждаются (био-
генно или хемогенно) в самом водоеме, или вносятся притоками. Таковыми
в первую очередь являются определения карбонатов кальция и магния
в так называемом карбонатном анализе, при котором действием кислоты на
отложения переводят карбонаты в раствор, а потом их определяют.
Важно, чтобы кислота (обычно соляная), с одной стороны, обеспечивала
полноту растворения карбонатов, с другой — в возможно меньшей степени
затрагивала породы. С этой точки зрения применяемая обычно» 1О°/о-я
соляная кислота действует слишком энергично, разрушая породы, так что
получающиеся результаты носят совершенно условный характер. Поэтому
следует применять меньшую концентрацию кислоты: 5 мл концентрирован-
ной HG1 на 100 мл раствора, что соответствует примерно 2°/0. Анализ начи-
нается с того, что около 1 г вещества нейтрализуют НС1 до прекращения
выделения пузырьков, затем обливают слабой НС1 и доводят до кипения
(не кипятить!), после чего образец сейчас же фильтруют. Нерастворимый
остаток отмывают на фильтре до прекращения реакции на HG1, высуши-
вают и взвешивают. В растворе определяют полуторные окислы, кальций
и магний. В результате тщательных исследований Гидрохимический
институт рекомендует кипячение навески в течение 30 мин. с таким ко-
личеством соляной кислоты, при котором сверх ее количества, расходуемого
на взаимодействие с сульфидами и карбонатами данного отложения,
оставалось бы в растворе 10 мл 0.2 N НС1 на 1 г сухого вещества грунта.
И. В. Тюрин при почвенных исследованиях применяет для декальциниро-
вания 0.1 N H2SO4.
Для выделения полуторных окислов часто применяется ацетатный
метод (Гедройц, 1935), сущность которого состоит в том, что при строго
определенных условиях переводятся в осадок уксусные соли железа н
алюминия. В осадке, кроме того, оказывается фосфорная кислота.
Производится суммарное определение всех названных компонентов,
после чего железо и фосфорную кислоту определяют отдельно, а алюминий
(А12О3) находят по разности.
Для определения фосфорной кислоты имеются весовые, объемные,
колориметрические, нефелометрические методы (см. гл. 50 настоящей
книги). Часто фосфорную кислоту осаждают в форме фосфорно-молиб-
денового аммония. Удобным весовым методом является метод Лоренца.
Можно пользоваться также объемным методом Ниссена, при котором
фосфорная кислота осаждается в форме комплексного фосфорно-молиб-
деновокислого аммония. Осадок растворяется титрованной щелочью,
избыток щелочи снова оттитровывается.
Для определения кальция чаще всего применяют оксалатный метод
(как весовой, так и объемный); при определении магния переводят по-
следний в осадок в виде комплексной фосфорно-аммонийцо-магниевой
соли, а далее ведут определение весовым или объемным способами.
Описание названных методов дано в руководствах К. К. Гедройца
(1935), В. Н. Панфилова, И. И. Иванова, Л. В. Соколова (1941) и др.
Легкорастворимая аморфная кремнекислота в основном представлена
в отложениях створками диатомей, поэтому ее определение дает количе-
ственное выражение для последних (Коншин, 1951).
МЕТОДИКА ИЗУЧЕНИЯ ДОННЫХ ОТЛОЖЕНИЙ
309
Аморфная кремнекислота растворяется при нагревании в течение 4 ча-
сов на водяной бане в 5°/0-м растворе соды (Самойлов и Рожкова, 1925).
Более точным является прием последовательной обработки содой при
двухчасовом нагревании, вплоть до прекращения поступления в раствор
новых порций кремнекислоты. Замечено, что Створки различных видов
диатомовых растворяются с неодинаковой скоростью, в зависимости
от размеров и толщины оболочек. Этот факт заставил некоторых исследо-
вателей искать путей к повышению растворимости кремнеземок, так,
например, Н. П. Вревская (1934) предложила обрабатывать образец 1О°/о-й
содой, или 5°/0-м раствором едкой щелочи, заменяя нагревание на бане
кипячением самой пробы.
Однако подобные приемы приводят обычно к разрушению кристалли-
ческой кремнекислоты. Во всяком случае при проведении серийных
анализов нужно придерживаться всегда одной и той же методики.
После извлечения растворимой кремнекислоты в раствор последний
отфильтровывается, к нему добавляется в избытке соляная кислота до
кислой реакции и раствор выпаривается на водяной бане. Для предот-
вращения растворимости кремнекислоты к сухому остатку прибавляют
еще раз соляной кислоты и вновь выпаривают досуха. Растворяют сухой
остаток в небольшой порции воды, слегка подкисленной соляной кислотой,
нерастворившийся остаток кремнекислоты отфильтровывают, прокали-
вают и взвешивают. Для большей точности остаток после прокаливания
и взвешивания можно обработать плавиковой кислотой в присутствии
серной кислоты и вновь сильно прокалить. При этом кремний образует
газообразное соединение с фтором (SiP4). Разность прокаленного остатка
до и после обработки плавиковой кислотой дает точный вес кремнекислоты.
Методы изучения органического
вещества отложений.
Кроме определения общего количества органического вещества по
потере при прокаливании, о котором говорилось выше, это количество
можно определять по содержанию углерода в органических соединениях.
Подобное определение широко распространено в исследованиях почв,
где среднее содержание углерода в органическом веществе принимается-
равным 58°/0. Отсюда следует, что для перехода к количеству органиче-
ского вещества найденное количество СО2 или С следует помножить со-
ответственно на 0.47 или 1.727.
Против этого коэффициента имеются возражения и в почвоведении,
тем более он вряд ли применим к органическому веществу донных отло-
жений.
Методы определения разделяются на прямые и косвенные. В прямых
методах происходит определение выделяющейся при окислении угле-
кислоты, которая затем перечисляется на углерод. Само окисление про-
изводится или кислородом при высокой температуре (сухое сжигание),
или действием какого-либо окислителя в растворе (мокрое сжигание).
Основным требованием является полнота окисления органического ве-
щества. При сухом сжигании это легко достижимо при высокой темпера-
туре и достаточном количестве кислорода, при мокром сжигании дости-
гается употреблением энергичного окислителя, применением катализа-
торов, нагреванием и другими условиями. Из прямых методов наибольшей
известностью в почвоведении пользуется метод сухого сжигания Густав-
сона. При этом методе органическое вещество отложений сжигается прока-
310
В. Д. КОНШИН И С. Б. КАДЕН
ливанием навески при полном доступе кислорода и в условиях окисления
всего органического углерода в углекислоту, которая собирается и взве-
шивается (Гедройц, 1935). Распространен также метод мокрого сжигания
Кнопа — окисление органического вещества при нагревании хромовым
ангидридом (СгО3) в присутствии серной кислоты. Образующаяся из
органического углерода углекислота улавливается и взвешивается (Гед-
ройц, 1935).
В косвенных методах учитывают количество израсходованного кисло-
рода окислителя, пошедшего на окисление органического вещества,
предполагая, что окисляется только углерод, а водород и кислород на-
ходятся в органическом веществе в том же отношении, как в воде, и при
окислении дают воду. Косвенных методов существует несколько, наиболее
разработанными являются методы с применением хромовой смеси, причем
наиболее точным в смысле полноты окисления и воспроизводимости
являются метод И. В. Тюрина (1937) и метод, применявшийся на Косин-
ской лимнологической станции (Винберг, Ивлев, Платова, Россолимо,
1934). Косвенные методы, однако, помимо трудности достижения пол-
ноты окисления, по самому своему принципу не могут дать точных ре-
зультатов, так как в действительности отношение водорода и кислорода
в органическом веществе может отличаться от их отношения в воде.
При восстановленности вещества, т. е. при большем относительном со-
держании в нем водорода, последний также будет окисляться за счет
окислителя, что приведет к повышению процента определяемого углерода.
Напротив, при окисленности органического вещества кислород последнего
пойдет на окисление не только водорода, но и углерода, что приведет
к понижению определяемого углерода. Параллельные определения уг-
лерода прямым и косвенным методами дают, следовательно, возможность
судить о степени внутренней окисленности органических соединений
отложения. Если количество углерода, определенное прямым методом,
превышает его количество, полученное косвенным методом, то (при нали-
чии полного окисления в обоих методах) это свидетельствует о повышенной
окисленности органических соединений. Обратная картина свидетель-
ствует о пониженной окисленности, совпадение результатов — о «нор-
мальной» окисленности. Подобные явления установлены одновременно
И. В. Тюриным (1937) для почв и В. Д. Коншиным (1937) для озер.
Кроме углерода, большое значение имеет определение в органическом
веществе общего азота. Обычными методами определения азота является
метод Кьельдаля как в макро, так и в микромодификации. В отложениях,
однако, часто в больших количествах имеется аммиак, который должен
быть определен отдельно путем отгонки из щелочной среды, например,
по Майсурянц, при разрежении (Демьянов и Прянишников, 1933).
Полученное по разности содержание органического азота часто пере-
числяют на белковые вещества умножением на коэффициент 6.25 (в белке
в среднем 16°/0 азота). В связи с тем, что не совсем ясно, какого рода из-
менениям подвергается белковое вещество в илах, лучше не применять
этого коэффициента и считать сам органический азот мерой азотистых
веществ в отложениях.
Зная содержание общего органического углерода и общего органиче-
ского азота, иногда бывает интересным вычислить их отношение C/N,
дающее некоторую биохимическую характеристику органическому ве-
ществу.
Что касается полного элементарного анализа органического вещества
отложений, то углерод и водород могут определяться по Либиху или
МЕТОДИКА ИЗУЧЕНИЯ ДОЙНЫХ ОТЛОЖЕНИЙ
311
микрометодом по Преглю, азот по Кьельдалю, сера по Кариусу или по
Преглю. Кислород обычно вычисляется по разности между потерей при
прокаливании, с одной стороны, и прочими элементами — с другой.
Кроме элементарного анализа органического вещества, производится
анализ органических соединений, входящих в состав отложений.
Обычно определяются битумы, или вещества, переходящие в органиче-
ские растворители, гемицеллюлезы, гуминовые вещества, клетчатка.
Лучите всего производить последовательное отделение отдельных фракций
по Ваксману в модификации И. В. Тюрина (1934, 1937), разработавшего
схему в применении к почвам.
Приводим эту схему:
Схема компонентного анализа сапропеля
1. Экстрагирование спирто-бензолом в растворителе — битумы (можно предварительно
экстрагировать эфиром, извлекающим соединения другого состава).
2. Щелочная вытяжка 1%-м NaOH и осаждение гуминовых кислот кислотой.
3. Гидролиз 2%-й НС1 и определение в растворе редуцирующих сахаров (гемицел-
люлозы).
4. Гидролиз 80%-й H2SO4 и определение в растворе редуцирующих сахаров (целлю-
лоза).
5. Остаток от гидролиза (лигнино-гумусовый комплекс).
Общее количество битумов определяется следующим образом: навеска
исследуемого отложения помещается в патроне в аппарат Сокслета и
экстрагируется спирто-бензолом. После окончания экстракции навеска
в патроне сушится на воздухе при 50° и взвешивается. Разница в весе до
экстракции и после дает количество битумов.
Гуминовые кислоты определяются в щелочной вытяжке путем коагу-
ляции их соляной кислотой. Осадок промывается водой и сушится до
постоянного веса при 80°.
Гемицеллюлозы определяются в гидролизате после гидролиза с 2°/0-й
НС1 в течение 5 часов на кипящей водяной бане с обратным холодиль-
ником. После нейтрализации 10°/о-м NaOH определяются редуцирующие
•сахара по Бертрану. Умножением на 0.9 получают содержание гемицел-
люлоз.
Целлюлоза определяется в гидролизате после обработки 8О°/о-й H2SO4
на холоду в течение 2)4 часов, затем после разбавления кислоты в 15 раз
производится гидролиз в течение 5 часов.
После нейтрализации 10%-м NaOH определяются сахара, и коли-
чество сахара, умноженное на 0.9, дает содержание целлюлозы.
Вычитая из веса высушенного остатка вес золы, получают содержание
лигнина.
В каждой фракции производится определение органического углерода
и органического азота, содержание которых в сумме должно дать
органический углерод и органический азот всего органического
вещества. При определении гемицеллюлоз и клетчатки высчиты-
вается по формуле содержащийся в них углерод, который вычитается из
количества всего углерода данной фракции, и узнается «остаточный»
углерод или углерод других соединений фракции. Азот служит для
установления отношения С/N всей фракции или C0CTaT./N и может служить
для некоторой характеристики вещества (Тюрин, 1937; Коншин, 1948).
Для изучения иловых отложений схема Тюрина (но без веществ щелочной
вытяжки, которая готовилась из отдельной навески) была применена на
312
В. Д. КОНШИН И С, Б. КАДЕН
Косинской лимнологической станции (Сперанская, 1935; Кузнецов г
Сперанская, Коншин, 1939).
Количество легко гидролизуемого органического углерода и органи-
ческого азота указывает на доступность их микроорганизмам (Тюрин,.
1937) и может быть использовано для биохимической характеристика
озер.
Легкогидролизуемый азот определяется путем нагревания навески
отложения на водяной бане с обратным холодильником с 5%-й серной
кислотой в течение 5 часов.
В настоящее время в схему Тюрина введены некоторые новые видо-
изменения.
Кроме последовательного разделения органического вещества на ряд.
фракций, могут быть предприняты детальные исследования отдельных
органических компонентов. Так, битумы могут быть подразделены на
воска, смолы и парафины, в них определены числа омыления, кислотности
и эфиров (Казаков, 1939). Гуминовые кислоты могут быть подразделены
на растворимые и нерастворимые в спирте, могут быть определены в них
функциональные группы. Специальному изучению могут быть подверг-
нуты азотистые вещества с точки зрения встречающихся форм азотаг
а также отдельных аминокислот (Шабарова, 1950).
ЛИТЕРАТУРА
Бруевич С. В. Некоторые методы химического исследования грунтов и
грунтовых растворов моря. М.—Свердловск, Гидрометеоиздат. Главн. упр. Гидромет-
службы СССР. Тр. н.-иссл. учр., сер. V, Гидролог, моря, 7, Гос. Океанограф, инет.,.
1944.
Бруевич С. В. К методике определения влажности натуральных морских
грунтов. Гидрохим. мат., XIV, 1948.
Веселовский Н. В. Результаты механического анализа лечебной грязи
по методам Сабанина, Осборна-Кашинского и Робинзона. Гидрохим. мат., XI Vr
1948.
В и н б е р г Г. Г., В. С. Ивлев, Т. П л а т о в а, Л. Л. Р о с с о л и м о.
Методика определения органического вещества и опыт калорической оценки кормовых
запасов водоема. Тр. Лимнолог, ст. в Косине, 18, 1934.
Вревская Н.П. Метод определения активного кремнезема диатомитов.
Тр. Геохим. инет. АН СССР, 8, 1934.
Гедройц К. К. Химический анализ почвы. Гос. изд. колхозн. и совхозн.
литерат., 1935.
Г и л л е б р ан-д В. Ф. и Г. Э. Л е н д е л ь. Практическое руководство по-
неорганическому анализу. М., 1935.
Гильзен К. К. Инструкция для исследования грунта озер. Инструкц..
для исслед. озер. Русск. геогр. общ., 1908.
Грезе Б. С. Некоторые данные о поглощении кислорода грунтом Глубокого>
озера. Тр. Гидролог, ст. на Глубоком озере, VI, 1, 1923.
Демьянов Н. Ф. иД. Н. Прянишников. Общие приемы анализа!
растительных веществ. Госхимтехиздат, 1933.
Домантович М. К. Определение концентрации водородных ионов. М.г
1928.
Домрачева Е. А. Физико-механический и химический анализ почвы..
5-е изд,, 1939.
Казаков Е. И. Изучение веществ, экстрагируемых органическими раство-
рителями из сапропелеобразователей и сапропелей. Тр. Лаборат.-генез, сапроп., 1,
1939.
Карзинкин Г. С. и С. И. Кузнецов. Новые методы в лимнологии.
Тр. Лимнолог, ст. в Косине, 13—14, 1931.
Кашинский П. К. К вопросу о механическом анализе почв. Журн. опытн.
агрономии за 1901 г.
К а ш и н с к и й П. ’К., К. Г. Лазарев, М. К о п а р е в. Определение
воды в озерной грязи высушиванием с предварительным прибавлением соды. Гидро-
хим. мат., VIII, 1932.
МЕТОДИКА ИЗУЧЕНИЯ ДОННЫХ ОТЛОЖЕНИЙ
313-
Кольтгоф И. М. и Е, Б. Сендэл. Количественный анализ. Госхимиздат,
1948.
Коншин В. Д. Опыт химической классификации илов некоторых озер Вы-
шневолоцкого района. Тр. Лимнолог, ст. в Косине, 21, 1937.
Коншин В. Д. К вопросу об определении лигнина в озерных иловых отло-
жениях. Гидрохим. мат., XIV, 1948.
Коншин В. Д. Хемостратифпкация сапропелеГг озер Среднего Урала. Тр.
Лаборат. сапропел. отлож., 3, 1949.
Коншин В. Д. Сравнительная химическая характеристика донных отложе-
ний некоторых озер Боровский группы в Северном Казахстане по их легко подвиж-
ным компонентам. Тр. Лаборат. сапропел. отлож., 5, 1951.
Кудряшов В. Определение активной кислотности электрометрическим
методом (концентрация водородных ионов). Изд. Центр, торф, ст., 1925.
Кузнецов С. И. Окислительно-восстановительный потенциал в биологии.
Усп. биолог, химии, X, 1934.
Кузнецов С. И. Окислительно-восстановительный потенциал в озерах и
метод его колориметрического определения. Тр. Лимнолог, ст. в Косине, 20, 1935.
Кузнецов С. И., Т. А. С п е р а н с к а я и В. Д. К о н ш и н. Состав орга-
нического вещества иловых отложений различных озер. Тр. Лимнолог, ст. в Косине,
22, 1939.
Лазарев К. Г. Определение водоудерживающей способности лечебной грязи
методом стекания на воронках, закрытых стеклом. Гидрохим. мат., XVI, 1949.
Лебединцев А. Газовый обмен в замкнутых водоемах и его значение для.
рыбоводства. Из Никольск, рыбовод, завода, 9, 1904.
Лебединцев А. Попытка определить запасы рыбы в озере по его кислород-
ному балансу. Из Никольск, рыбовод, завода, 2, 1908.
Максимюк Г. П. Применение кальциметра Гейслера для определения СО2.
Почвоведение, 1, 1948.
Панфилов В. Н., И. И. Иванов и Л. В. Соколов. Анализ сельско-
хозяйственных растений. Сельхозгиз, М., 1941.
Пельш А Д. О неоднородной жидкой фазе ила (гидрохимическая роль микро-
организмов). Тр. Бородинск. биолог, ст. в Карелии, 8, 1939.
Потапов А. А. Роль химизма донных илов в распространении и смене типов
водной растительности в озерах лесной полосы. Тр. Лаборат. сапропел. отлож., 5,
Самойлов Я. В. и Е. В. Рожкова.. Отложение кремнезема органоген-
ного происхождения (кремнеземистые биолиты-силикобиолиты). Тр. Инет, прикл.
минер, и металл., 18,1925.
Скадовский С. Н. Факторы накопления и преобразования органического
вещества иловых - отложений, 2, 1941.
Стальмакова Г. А. О поглощении кислорода донными отложениями не-
которых озер Залучья. Тр. Лабор. генез, сапроп., 2, 1941.
Сперанская Т. А. Данные по изучению органического вещества озерных
иловых отложений. Тр. Лимнолог, ст. в Косине, 20, 1935.
Титов Е. М. О химическом составе золы уральских сапропелей и к вопросу
об образовании известковых сапропелей. Тр. Лаборат. сапропел- отлож., 5, 1949.
Титов Е. М. О пигментах уральских сапропелей. Тр. Лаборат. сапропел..
отлож., 4, 1950.
Тредвелл Ф. П. Курс аналитической химии. Госхимиздат, 1946.
Тюрин И. В. О методике изучения органического вещества почвы. Тр. Почвен..
инст. им. В. В. Докучаева, X, 4, 1934.
Тюрин И. В. Органическое вещество почв. Сельхозгиз, 1937.
Хачванкян М. А. Поверхностное натяжение грязевого раствора лечеб-
ных грязей. Гидрохим. мат., XIV, 1948.
Шабарова Н. Т. Азотистые вещества сапропеля. Тр. Лаборат. сапропел..
отлож., 4, 1950.
Шукарев С. А. Физика и химия лечебных грязей. Основы курортологии^
1, М., 1932.
АЛФАВИТНЫЙ УКАЗАТЕЛЬ АВТОРОВ
Аглинцев К. К. 61, 77
Алекин О. А. 213, 298
Андреева Н. М. 298
Андрианов В. В. 213
Аничкова Н. И. 298
Антипова П. С. 211
Арнольд Г. В. 9, 36
Асатиани 124
Бабаскин А. В. 177, 196
Базарова Е. В. 19, 36
Барабашева 3. 211
Безель Л. И. 298
Беклемишев В. Н. 39, 77
Белоусов Н. О. 85, 124
Беляев Г. М. 175
Бережанский Л. Г. 298
Берль-Лунге 298
Бетешева Е. 211, 175
Бибиков Д. И. 78
Бирштейн Я. 138, 174
Богуш П. П. 58, 77
Бочкарев В. В. 61, 77
Бреев К. А. 58, 77
Броуде Л. М. 175
Бруевич С. В. 298, 299, 312
Брук 298
Брюхатова А. Л. 9, 36, 124, 174
Бутырин П. Н. 299
Вайнштейн Г. М. 299
Варфоломеева Ф. Е. 299
Векслер В. И. 61, 77
Верещагин Г. Д. 299
Вернидуб М. Ф. 177, 196
Верхало Н. Я. 299
Веселов Е. А. 17, 36, 90, 100, 124, 126,
133, 138, 148, 159, 160, 174
Веселовский Н. В. 299, 312
Виклер 106
Винберг Г. Г. 26, 36
Владимиров Г. Е. 165, 174
Волжин В. А. 293
Воробьев Н. И. 299
Воронков П. П. 299
Воскресенский П. И. 167, 174
Вревская Н. П. 305, 312
Галвяло М. Я. 165, 174
Гедройц К. К. 306—308, 312
Гиллебранд В. Ф. 299, 307, 312
Гильзен К. К. 302, 312
Гинзбург Ф. И. 299
Грезе Б. С. 305, 312
Гримм О. А. 9, 36
Грошев Л. В. 61, 77
Голодец Г. Г. 211
Гусинская С. А. 299
Гуцевич А. В. 45, 77
Давыдов О. А. 177, 196, 299
Данильченко IL. Т. 299
Долгов Г. И. 9, 36, 299
Домрачева Е. А. 302, 306—308, 309, 312
Драгомиров Н. И. 177, 196
Драчев С. М. 299
Драбкина В. М. 211
Друккер 175
Евланова А. В. 299
Евронейцева Н. В. 177, 196
Ермаков Н. В. 92, 124
Жадин В. И. 61, 77
Захарьевский М. С. 299
Зеленкова-Перфильева М. В. 37, 1X4
Зенкевич Л. А. 138, 174
Зубов Н. Н. 299
Иванова М. Г. 89, 124
Ивлев В. С. 177, 196
Ильинская Н. П. 61, 77
Иордан Г. 85, 124
Иоффе А. Ф. 145, 151, 175
Исаев В. М. 61, 77
Кадан С. Б. 301
Казаков Е. И. 312
Казакова А. Б. 299
Калабухов Н. И. 143—145, 147, 175
Калашников Г. Н. 9, 36, 211
Калашникова Р. 299
Калитаева Л. С. 300
Каракаш Н. М. 177, 197
Карзинкин Г. С. 306, 312
Карпов Б. Г. 299
Карякин Ю. В. 299
Катанская В. М. 49, 77
Кашинский П. А. 299
Кашинский П. К. 302, 303, 312
Кейрим-Маркус И. В. 61, 77
Клют Г. 299
Кожанчиков И. В. 143, 144, 175
АЛФАВИТНЫЙ УКАЗАТЕЛЬ АВТОРОВ
315
Кольтгоф И. М. 299, 307, 317
Коновалов П. М. 177, 197
Коншин В. Д. 301, 313
Коржуев П. А. 125, 175, 195, 211
Косман О. М. 299
Костромина А. А. 299
Коштоянц X. С. 125, 175
Кривенцов М. И. 299
Кролик В. Г. 212
Крыжановский С. Г. 177, 185, 18G, 197
Крюкова А. П. 60, 77
Кудряшов В. 313
Кузин А. М. 77
Кузнецов С. И. 305, 306—313
Лазарев К. Г. 303, 305, 312, 313
Лаптев Ф. Ф. 299
Латышев Н. И. 60, 77
Лебединцев А. А. 305, 313
Лендель Г. Е. 299, 307, 312
Либизон М. П. 177, 196
Ложкин В. В. 299
Львова М. А. 61, 71
Лютер Е. 175
Маевская М. 298
Мазохин-Поршняков Г. А. 58—77
Максимюк Г. П. 307, 313
Малинина В. С. 299
Минкина А. Л. 9, 36
Мисловицев Е. 300
Морозова Т. Е. 177, 197
Мосевич Н. А. 300
Мошковский С. Д. 60, 77
Мудрецова-Висс К. 9, 36
Несмеянов С. А. 36
Никитинский Я. Я. 9, 36
Никифоров Н. Д. 177, 197
Новикова Т. В. 36
Нусенбаум Л. М. 177, 197
Олифан В. И. 177, 197
Оствальд В. 175
Павлов В. А. 212
Павловский Е. Н. 45, 77
Лажитков А. Г. 9, 36
Палей П. Н. 299
Панфилов В. Н. 308—313
Пельш А. Д. 304, 313
Персон С. А. 143, 175
Перфильев Б. В. 300
Перфильев П. П. 45, 77
Петрищева П. А. 46, 60, 77, 78
Платова Т. 312
Платонов Г. Г. 143, 175
Плотникова Е. И. 299
Поляков 10- Д. 80, 124
Потапов А. А. 306, 313
Правдин Н. С. 19, 36
Привольнев Т. И. 177, 197, 198
Приклонский В. А. 300
Протасов В. Р. 177, 197
Пруслип Я. И. 61, 77
Пучков Н. В. 130, 132, 175
Резник Б. Д. 300
Резников А. А. 300
Родина А. Г. 61, 78
Рождественский Е. Р. 300
Рожкова Е. В. 309, 313
Россолимо Л. Л. 312
Рубашев С. И. 212
Рык А. Ф. 130, 131, 175, 212
Самойлов Я. В. 309, 313
Сендэл Е. Б. 307, 313
Сергеев В. А. 299
Светлов П. Г. 138, 175
Световидов А. Н. 61, 77
Скадовский С. Н. 9, 37, 126, 306, 313
Скопинцев Б. А. 300
Славянов Н. Н. 300
Сперанская Т. А. 313
Стальмакова Г. А. 313
Строганов Н. С. 9, 37, 124, 177, 197
Талиев Д. М. 124
Тарусов Б. Н. 125, 175
Таусон А. О. 9, 37
Телкова Л. П. 211
Титов Е. М. 313
Тонких И. В. 177, 197
Тредвэлл Р. П. 313
Трифонова А. М. 177, 197
Трошин А. С. 61, 77
Тюрин И. В. 313
Фатчихина О. В. 300
Флоркэн Н. Ф. 125, 175
Хачванкян М. А. 313
Хлопин Г. В. 9, 37, 300
Черновская Е. Н. 300
Чигирин Н. Н. 299
Чирков С. К. 300.
Шабарова Н. Т. 313
Шмидт П. Ю. 143, 175
Штуковская Л. А. 299
Шулейкин В. В. 299
Шура-Вура Б. Л. 61, 78
Шустова Л. Н. 298
Щербаков А. П. 299
Щукарев С. А. 313
316
АЛФАВИТНЫЕ УКАЗАТЕЛИ
Barger G. 178, 175
Belding D. L. 9, 37
Bert P. 85, 124
Bruce-Chwatt 61, 78
Czensny R. 9, 37
Hkilhon A. 132, 175
Ellis M. M. 9, 37
Ennis D. 174, 175
Fritsche 0. 138, 175
Frost S. W. 58, 78
Galugareanu D. 9, 24, 37
Gkafflin A. L. 174, 175
Glick P. A. 58, 78
Hamburger H. I. 175
Hartley C. F. 72, 78
Hellen W. 58, 78
Hill A. V. 148, 150, 175
Hollingsworth J. P. 58, 78
Hubbs 9, 37
Jenkins D. W. 61, 72, 78
Keys A. B. 169—172, 176
Krogh A. 167, 168, 176
Leiner M. 90, 124
Merker E. 58, 78
Рога E. 132, 175
Rast K. 148, 175
Rowers E. 9, 37
Schaut G. 9, 37
Schlaijer A. 124
Schlieper C. 125
Schreiner E. 175
Schuett J. 80, 124
Smith H. W. 173, 176
Steinmann 9, 37
Westerlund A. 85
Wilson H. 176
Wunder W. 90, 124
АЛФАВИТНЫЙ УКАЗАТЕЛЬ РУССКИХ НАЗВАНИЙ ОРГАНИЗМОВ
Беззубка 24
Верховка 22
Горошинка 25
Дафнии 26
Ерш 22
Карась 22
Колюшка 22
Комары кровососущие 38—66
Микробиониты 54
Мокрецы 66—68
— личинки 67
— куколки 67
— окрыленные 68
Мошки 69—-72
— личинки 70
— куколки 71
— окрыленные 71
Нитчатка 54
Рдест 54
АЛФАВИТНЫЙ УКАЗАТЕЛЬ
ЛАТИНСКИХ НАЗВАНИЙ ОРГАНИЗМОВ
Acerina cernua 22
Aedes 39, 44, 50, 60, 64, 74, 76
— caspius 49, 50
— cinereus „
— esoensis „
— galloisi 41, 48
— japonicus 41, 44
— koreicus 40, 44
— tpgoi 40, 44, 48
Anguilla anguilla 169
Anopheles 39, 50, 66
— bifurcatus 52, 74
— hyranus 50
— maculipennis v. sacharovi 52
— pulcherrimus 52, 74
— superpictus 52
Carassius carassius 22
Culex 39, 44
— apicalis 50
— bitaeniorhynchus 64
— hortensis 52
— mimeticus 52
Culex modestus 52, 64
— orientalis 64
— pipiens 48
— piptens 52
— theileri 52
— tritaemorhynchus 48, 60, 64, 73
— vagans 50, 51
Culicidae 38, 53
Daphina magna 26
— pulex 26
Gasterosteus aculeatus 22
Heleidae 38
АЛФАВИТНЫЕ УКАЗАТЕЛИ
317
Leuciscus delineatus 22
Lutzia vorax 43
Mansonia richiardi 52, 45
Melusinidae 69
JPisidium sp. 25, 26
Simuliidae 38
Theobaldia 39, 60
— ochroptera 50
— longiareolata 52
АЛФАВИТНЫЙ УКАЗАТЕЛЬ МЕТОДОВ
Азота определение по Кьельдалю 310
Аммиака определение по Майсурянц 310
аммония иона определение 256—258
баланса водного методы изучения 158—
161
барджера-Раста модификация метода
148—150
батометр 210
Бекмана криоскоп 136, 137
Бекмана метод 135
Бекмана термометр 121, 135, 136, 139, 142
битумов определение по Ваксману в мо-
дификации Тюрина И. В, 311—312
бихроматный метод 251—253
Благдена и Рауля закон 135
Бойля и Гей-Люсака закон 127
Броди жидкость 117, 118, 119
Вант-Гоффа закон 127—129
Варбурга аппарат ИЗ
Вейса аппарат 98
веществ грунтового раствора определе-
ние 303—304
Винклеровской методики модификация
107
водоемов исследования комплексный
метод 9
водоемов физиологический метод иссле-
дования 9
водорода определение по Либиху 310
воды физических свойств определение
215—245
волюнометр Золотова В. Н. 159
Гедройца ацетатный метод 308
гематокритный 156
гемоглобина в крови рыб определение 208
Гертнера прибор видоизмененный 192
гидрокарбонатного иона определение
272—276
грунта влажности определение 302—309
давления осмотического методы опреде-
ления 126—158
двуокиси углерода определение 229
донных отложений физических свойств
определение 304—306
Дюваля метод 167
Жаке хронограф 84
железа определение 253—256
инсектарий-домик 62
интенсивности роста определение 189
Калабухова термопара 145
калориметрический метод 222—225
кальция иона определение 282—285
карбонатного иона определение 234
кассета решетчатая 88
Кейса и Шлипера метод 169—170
кислорода потребления рыбами опреде-
ление 92, 124
кислорода растворенного определение
237—242
Клапейрона формула 129
колокол-ловушка 57
концентрации обозначения способы 128
коэффициент дыхательный 18
кремния иона определение 270—272
криоскоп по Максимову и Кожанчикову
144
криоскопические методы 134—148
крови удельного веса определение 209
Крога метод 167
Кулябро метод 169
лейкоцитов определение 206
Лоренца весовой метод 308
мазков окраска 200
— по Май-Грюнвальду 202
— по Паппенгейму 202
— по Романовскому 201—202
макрореспиратор по Веселову 99
Максимова переключатель 146
манометры ИЗ—115, 118, 119
Марея капсула 84
миграций методы изучения 59—61, 69, 72
микрокриоскоп по Веселову 138
микрокриоскопический метод 138—142
микроскопический метод 155
мочевины определение по методу Боро-
дина-Коварского 62
нитратного иона определение 261—264
нитритного иона определение 259—261
Обмена водного и минерального методы
изучения 166—172
объемный метод Ниссена 308
Овертона метод 155
оксалатный метод 308
отложений механического состава ме-
тоды определения 301—306
отложений неорганического вещества
определение 306—309
отложений органического вещества опре-
деление 309 .
318
АЛФАВИТНЫЙ УКАЗАТЕЛЬ МЕТОДОВ
отложений химического состава методы
изучения 306—311
пальмитатный метод 276—282
Панченкова прибор 199
перманганатный метод 248—250
плазмометрические методы 154—158
Полякова Ю. Д. прибор 91, 107, 124
почек осморегуляторной функции опре-
деление 160—165
прозрачности определение 215, 247
рамы плавающие 62
растворы 204
респираторы 89—90, 92, 102, 104
ритма дыхательного рыб методы опреде-
ления 82—88
Рубцова И. А. метод 70, 77, 72
рыб развития методы изучения 177—197
«рыбной пробы» метод 9
садки 55, 62, 68, 75
Сали гемометр 208
«самоокрашивания» метод 60
сачки 42—46, 55, 68, 71, 75
серы определение по Кариусу, Преглю
311
сжигание мокрое по Кнопу 310
сжигание сухое по Густавсону 310
смеситель 204
Сомнера метод 166—167
субстрата подогрительного метод изоля-
ции Петрищева П. А. 66
сульфатного иона определение 293—295
температуры определение 215—217
тензиметрические методы 148—154
терморегулятор ртутно-толуоловый 115,.
116
термоэлектрический метод 143
тестов биологических и физиологических
метод 10, 17, 36
Тома-Цейса счетная камера 203
трилонометрический метод 282—285
углерода определение по Либиху 310
установка перфузионная по Шлиперу 171
фосфора иона определение 264—268
Хилла метод 150—154
хлоридного иона определение 288—292:
хлоридов определение по методу Мора 162.
цветности определение 246
эксгаустеры 57
электропроводности определение 218—220
электротермометр 217
эритроцитов резистентности определение-
206—207
эритроцитометрический метод 155
ЖИЗНЬ ПРЕСНЫХ ВОД СССР
СОДЕРЖАНИЕ I—IV ТОМОВ
Том I, 1940 г.
Предисловие — С. А. Зернов.
Глава 1. Краткий исторический очерк изучения жизни пресных вод — В. И. Жа—
дин.
Глава 2. Млекопитающие — А. И. Аргиропуло.
Глава 3. Птицы — А. Я. Тугаринов.
Глава 4. Земноводные и пресмыкающиеся — С. А. Чернов.
Глава 5. Рыбы — Л. С. Берг.
Глава 6. Моллюски — В. И. Жадин.
Глава 7. Насекомые.
Введение — С. Г. Лепнева.
Вилохвостки или ногохвостки — М. Н. Римский-Корсаков.
Стрекозы — А. Н. Попова.
Поденки — О. А. Чернова.
Веснянки — С. Г. Лепнева.
Настоящие полужесткокрылые (клопы) — А. Н. Кириченко.
Жуки — А. Н. Рейхардт и Д. А. Оглоблин.
Большекрылые — М. Н. Римский-Корсаков.
Сетчатокрылые — М. Н. Римский-Корсаков.
Ручейники — С. Р. Лепнева.
Чешуекрылые или бабочки — М. Н. Римский-Корсаков.
Перепончатокрылые — М. Н. Римский-Корсаков.
Двукрылые (исключая Tendipedidae и Heleidae) — А. С. Мончадский.
Tendipedidae (Chironomidae) —• Н. Н. Липина м А. А. Черновский.
Heleidae — Н. Н. Липина.
Глава 8. Пауки — Д. Е. Харитонов.
Глава 9. Водяные клещи — И. И. Соколов.
Глава 10. Тихоходки — О. А. Малевич.
Глава И. Ракообразные.
Введение — С. С. Смирнов.
Листоногие раки — С. С. Смирнов.
Ветвистоусые ракообразные — В. М. Рылов.
Ракушковые раки — 3. С. Бронштейн.
Свободноживущие веслоногие ракообразные — В. М. Рылов.
Паразитические веслоногие ракообразные — А. П. Маркевич.
Высшие раки — Я. А. Бирштейн.
Таблица для определения родов байкальских Gammaridae — А., Я.. Бааикалова..
Том II, 1949 г.
Предисловие редактора.
Глава 12. Черви.
Введение — Б. Е. Быховский.
Ресничные черви — В. Н. Беклемишев.
Немертины — В. Н. Беклемишев.
Свободноживущие круглые черви — Е. С. Кирьянова..
Волосатики — Е. С. Кирьянова.
Паразитические черви — Б. Е. Быховский.
Кольчатые щетинковые черви — Д. А. Ласточкин.,
Пиявки — Г. Г. Щеголев.
Коловратки — Е. С. Неизвестнова-Жадина.
Гастротрихи — Е. С. Неизвестнова-Жадина.
Глава 13. Мшанки — Г. А. Клюге.
Глава
Глава
Глава
Глава
Глава
Глава
Глава
Глава
Глава
14. Губки — П. Д. Резвой.
15. Кишечнополостные — И. И. Канаев.
16. Простейшие — Н. С. Гаевская.
17. Высшие растения — Б. А. Федченко.
18. Мохообразные — А. А. Корчагин и Л. И. Савич.
19. Водоросли — Н. Н. Воронихин и Е. В. Шляпина.
20. Лишайники — В. II. Савич.
21. Водные грибы — Я. Я. Никитинский.
22. Бактерии — Я. Я. Никитинский.
Том III, 1950 г.
.Предисловие редакторов.
Глава 23. Общие вопросы, основные понятия и задачи гидробиологии пресных
вод — В. И. Жадин.
.Глава 24. Жизнь в реках — В. И. Жадин.
Глава 25. Жизнь в озерах — С. Г. Лепнева.
Глава 26. Жизнь в искусственных водоемах — В. И. Жадин.
Глава 27. Жизнь в болотах и болотные отложения — И. А. Киселев.
Глава 28. Жизнь в подземных водах — Я. А. Бирштейн и Е. В. Боруцкий.
Глава 29. Жизнь в источниках — В. И. Жадин.
Глава 30. Биологические основы рыбного хозяйства — Г. X. Шапошникова.
Глава 31. Биологические основы водоснабжения и очистки вод — В. И. Жадин
и А. Г. Родина.
•Глава 32. Водный фактор и малярия — В. Н. Беклемишев.
.Глава 33. Пресноводные местообитания личинок комаров — переносчиков вирус-
ных болезней человека — П. А. Петрищева.
Том IV, часть 1, 1956 г.
Предисловие — Е. Н. Павловский и В. И. Жадин.
'Г л а в а 34. Методы микробиологического исследования водоемов — А. Г. Родина.
Глава 35. Методы эколого-физиологического исследования водорослей — К. А. Гу-
сева.
Глава 36. Методика исследования высшей водной растительности — В. М. Ки-
тайская.
Глава 37. Методы исследования планктона — И. А. Киселев.
Глава 38. Методы исследования нейстона — И. А. Киселев.
Глава 39. Техника применения метода люминисцентной микроскопии для гидро-
биологических исследований—С. В. Горюнова.
Глава 40. Методика изучения донной фауны водоемов и экологии донных беспоз-
воночных — В. И. Жадин.
Т лава 41. Методика биологического изучения донных отложений озер (полевая
работа и биологический анализ) — Н. В. Кордэ.
Г лава 42. Метод радиоактивных индикаторов и его применение в гидробиологии —
А. С. Трошин.
Глава 43. Методика изучения подземных вод —• Я. А. Бирштейн и Е. В. Боруцкий.
Том IV, часть 2, 1959 г.
Предисловие — В. И. Жадин.
Глава 44. (Биологические тесты при санитарно-биологическом изучении водое-
мов — Е. А. Веселов.
Т л
Г л
Г л
Г л
Г л
Т л
;г л
а в а 45. Методы изучения кровососущих насекомых, имеющих медицинское и
ветеринарное значение — П. А. Петрищева.
а в а 46. Методы изучения газообмена рыб и водных беспозвоночных —
Е. А. Веселов.
а в а 47. Методы изучения осморегуляции у рыб и водных беспозвоночных —
Е. А. Веселов.
а в а 48. Методы изучения развития рыб — Т. И. Привольнев.
а в а 49. Методы изучения крови рыб — Т. И. Привольнее.
а в а 50. Методы исследования физических свойств и химического состава воды —
О. А. Алекин.
а в а 51. Методика изучения физических свойств, механического и химического
состава донных отложений — В. Д. Коншин и С. Б. Каден.