Микробиологические методы борьбы с вредными насекомыми. (Болезни насекомых) - Вейзер Я.

Автор: Вейзер Я.

Теги: повреждения растений вредители растений болезни растений защита растений биология насекомые микробиология зоология физиология насекомых

Год: 1972

Похожие

Определитель вредных и полезных насекомых и клещей плодовых и ягодных культур в СССР

Полезные насекомые сада и огорода

Иллюстрированный атлас по защите растений от болезней и вредителей

Иллюстрированный атлас по защите сельскохозяйственных культур от болезней и вредителей

Текст

: Микро-
биологические
! методы
5 борьбы
с вредными
насекомыми
Ярослав Вейзер
Ярослав В&йзер
Микро-
биологические
методы
борьбы
с вредными
насекомыми
(Болезни насекомых)
Перевод с чешского
М. П. Умнова,
под редакцией и с предисловием
проф. М. С. Гилярова
$
МОСКВА • «КОЛОС» • 1972
УДК 632.7
JAROSLAV WEISER
Nemoci hmyzu
Academia
NAKLADATELSTVf CESKOSLOVENSKE AKADEMIE VED
PRAHA, 1966
Вейзер Я- Микробиологические методы борьбы с вредными насекомыми. (Бо-
лезни насекомых). Монография. Перевод с чешского. ЧССР. 1966. М., «Колос»,
1972.
Описаны внешние признаки болезней, инфекционный процесс, эпизоотоло-
гия, факторы, влияющие на патогенность микроорганизмов, а также методика
сбора, фиксации и обработки зараженных насекомых.
В специальной части подробно описаны болезни, вызываемые вирусами,
риккетсиями, бактериями, спирохетами, грибами, простейшими и нематодами, и
даны указания по их изучению и использованию для борьбы с вредителями.
Таблиц 25. Рисунков 83. Библиографических источников свыше 1500.
60-72
4-3-7
Предисловие к русскому изданию
Широкое применение во всем мире химического метода борьбы
с вредными насекомыми с помощью сильно, но недостаточно из-
бирательно действующих инсектицидов вскрыло и отрицательные
стороны этого метода. Один из главных недостатков химической
борьбы — уничтожение пестицидами также тех биологических
агентов, деятельность которых естественно сдерживает размноже-
ние вредителей: в первую очередь насекомых-энтомофагов, насе-
комоядных птиц и других животных, истребляющих вредителей.
Все это резко повысило интерес специалистов по защите расте-
ний к биологическому методу борьбы, при котором фактором, ог-
раничивающим численность вредителя до хозяйственно несущест-
венного уровня, становится деятельность хищников, паразитов или
возбудителей заболеваний.
История биологического метода борьбы с вредителями знает
много примеров, подтверждающих, в частности, эффективность
интродукции специализированных энтомофагов против случайно
завезенных вредителей. Так, было успешным использование пере-
пончатокрылого паразита Aphelinus mail против кровяной тли,
хищного жука Rodolia ( = Novius, =Vedalia) cardinalis — против
австралийского желобчатого червеца и др.
Известны примеры удачного использования возбудителей мно-
I их заболеваний против вредных насекомых: против личинок япон-
ского хруща в США — Bacillus popilliae и В. lentimorbus и мюс-
КарДины в классических опытах И. М. Мечникова против личинок
хлебного жука, причем эти работы были продолжены И. М. Кра-
сильщиком в полупроизводственном масштабе против свеклович-
ного долгоносика. Нередко хорошие результаты достигались при
применении вируса полиэдрозов.
Разные группы естественных врагов вредных насекомых в тех
случаях, когда с вредителем не проводится специальная борьба,
выступают как важные агенты ограничения численности вредите-
ля на разных ее уровнях, что убедительно проанализировано для
многих насекомых Г. А. Викторовым (1964, 1967 и др.). На раз-
ных уровнях численности популяции вредителя в качестве сдержи-
вающих его размножение биологических факторов сперва высту-
пает деятельность многоядных энтомофагов, затем специализиро-
ванных энтомофагов и при еще большем нарастании численности
в период массового размножения вредного вида ведущей стано-
вится роль возбудителей болезней, вызывающих эпизоотии.
Поэтому каждый из основных приемов биологического мето-
да — применение энтомофагов и микробиологический метод —
имеет свою специфику и может быть эффективен в определенных
3
условиях. Таким образом, эти методы не исключают, а дополняют
друг друга.
В настоящее время специалисты по защите растений едино-
душны в том, что в большинстве случаев задача сохранения уро-
жая не может быть решена путем применения только биологиче-
ских мер, без химических средств, во всяком случае на современ-
ном уровне наших знаний. Поэтому важна такая комплексная
система защитных мероприятий, которая максимально ограничи-
ла бы территориально и во времени применение пестицидов с тем,
чтобы оно минимально сказывалось на комплексе естественных
врагов вредителя. Необходимо, чтобы для ограничения числен-
ности и вредоносности насекомых умело использовались в опре-
деленном сочетании методы выращивания растений, химический
метод и подавляющее размножение вредных видов действие энто-
мофагов и возбудителей болезней, как имеющихся на .защищаемой
территории, так и искусственно на нее вносимых.
Такое комплексное направление защиты растений получило
теперь международное признание и известно под наименованием
«интегральная борьба». Интегральная борьба требует умелого
нестандартного сочетания пестицидов и различных групп энто-
мофагов и возбудителей болезней.
Сочетать использование энтомофагов и инсектицидов очень
трудно; обычно эти мероприятия в большей или меньшей степени
исключают друг друга. Наоборот, микробиологический метод до-
вольно удачно сочетается с химической борьбой, и такое сочетание
в ряде случаев обещает определенный успех. Намечаются пер-
спективы, например, в использовании энтомопатогенного гриба
Beauveria bassiana в сочетании с сублетальными дозами инсек-
тицидов, как это было предложено для борьбы со свекловичным
долгоносиком и колорадским жуком Н. А. Теленгой.
Химический и микробиологический методы допускают одновре-
менное применение смеси возбудителя болезни и пестицида с по-
мощью одного и того же опыливателя йли опрыскивателя, что
упрощает проведение мероприятий.
Микробиологический метод борьбы, а также использование
данных по состоянию вредных насекомых для прогноза их числен-
ности и определения необходимости истребительных мероприятий
требуют глубоких знаний симптомов и течения заболеваний насе-
комых, а также особенностей их возбудителей. Капитальные свод-
ки известного американского энтомопатолога Э. Штейнхауза «Па-
тология насекомых» (ИЛ, Москва, 1949) и «Микробиология на-
секомых» (ИЛ, Москва, 1950) несколько устарели, а главное стали
библйографической редкостью.
Предлагаемая вниманию советских читателей книга принад-
лежит перу крупного чехословацкого исследователя, доктора Яро-
слава Вейзера, удостоенного за работу по болезням насекомых
Государственной премии ЧССР. В книге широко освещены болез-
ни вредных и полезных насекомых, методы применения и эффек-
4
тивпость разных возбудителей заболеваний насекомых против
вредителей и особенности борьбы с болезнями полезных насеко-
мых. Для всех групп возбудителей приведены морфологические и
физиологические характеристики и определено их систематическое
положение.
При сквозном чтении книги обращают на себя внимание ком-
позиционные дефекты — во многих случаях один и тот же мате-
риал повторяется несколько раз. Однако надо иметь в виду, что
эта книга в большой мере служит и справочным руководством,
пользуясь которым читатель в каждом разделе находит все имев-
шиеся в распоряжении автора сведения, что и может служить оп-
равданием таких повторений.
При подготовке русского перевода был сохранен весь ориги-
нальный текст без каких-либо переделок и сокращений. Однако в
ряде случаев пришлось исправить допущенные в чешском издании
неточности в транскрипции латинских названий организмов и в
терминологии. Так, на странице 450 чешского текста автор упот-
ребляет выражение «биоценоз бабочек». Такое использование тер-
мина «биоценоз» (применительно к совокупности представителей
одного таксона, в данном случае отряда чешуекрылых) не соот-
ветствует применению этого термина в современной литературе
в представлениям о биоценозе как взаимозависимой и взаимо-
обусловливающей совокупности растительных и животных орга-
низмов, включая и микроорганизмы, связанной с определенным
участком земной поверхности, на котором такая совокупность за-
кономерно повторяется. Поэтому вместо «биоценоз бабочек» в пе-
реводе применено выражение «комплекс бабочек». Устранено не-
точное выражение автора «ткани грегарин»: ткань — термин, при-
меняемый только к определенным образом дифференцированной
совокупности клеток многоклеточных организмов; у грегарин, од-
ноклеточных организмов, тканей нет. Я- Вейзер применяет термин
«секреция» применительно к выделительной функции мальпигие-
вых сосудов насекомых, тогда как для выделения продуктов об-
мена во всей биологической литературе применяется термин «экс-
креция»; соответствующие поправки внесены в текст перевода.
Говоря о всасывании воды в основаниях мальпигиевых сосудов
у насекомых, автор применяет термин «резорбция», тогда как это
явление представляет собой реабсорцию; под резорбцией принято
понимать рассасывание оформленных образований — яиц, кон-
креций и т. и. Такого типа неувязки устранены при редактирова-
нии перевода.
В целом же книга Я. Вейзера принесет большую пользу нашим
специалистам по прикладной энтомологии, работающим как в об-
ласти защиты растений, так и в шелководстве и пчеловодстве.
К сожалению, автору остались неизвестны многие работы совет-
ских ученых и специалистов. Западноевропейскую и американскую
литературу Я. Вейзер знает хорошо и знакомит с ней читателей
достаточно подробно. Поскольку советским специалистам отече-
5
ственная литература лучше известна и более доступна, ценность
этой сводки данных зарубежных исследователей для нашего чи-
тателя особенно велика. Кроме того, в этой работе не только све-
дены литературные материалы, в том числе и ранее опубли-
кованные автором книги, но содержится много материалов из не-
опубликованных исследований чешского ученого.
Книга Я. Вейзера знакомит советских читателей с итогами ин-
тенсивной работы по болезням насекомых, проводимой исследова-
телями Чехословацкой Социалистической Республики. Выход кни-
ги несомненно будет способствовать развитию контактов специа-
листов нашей страны, работающих по болезням насекомых и по
микробиологическому методу борьбы, с чехословацкими коллега-
ми и, в частности, с коллективом лаборатории, возглавляемой док-
тором Я. Вейзером.
М. С. Гиляров
Предисловие автора к чешскому
изданию
Настоящая книга не охватывает всю патологию насекомых —
пауку о патологических изменениях в организмах насекомых, а
лишь небольшую ее часть — болезни насекомых, вызываемые мик-
роорганизмами. Автор не касался вопросов повреждения или от-
равления насекомых, а также микроорганизмов, которые хотя и
живут в теле насекомых, но не вызывают патологических нару-
шений и заболеваний. Вместе с тем автор стремился более деталь-
но осветить взаимоотношения хозяина и паразита и изменения,
которые последний вызывает в организме насекомого. Знание бо-
лезней насекомых позволяет энтомологам, с одной стороны, ус-
пешнее размножать тех или иных насекомых, с другой —
вести борьбу с вредителями, оценивать состояние популяций на-
секомых, влияние ядохимикатов и облучения на различные орга-
низмы. Помимо этого, ставилась цель наиболее полно изложить
в книге современные знания о различных патогенных организмах,
классифицируя их по отраслям науки (вирусология, бактериоло-
гия, микология и т. п.). Эта часть работы представляет наиболь-
шую трудность, так как отдельные аспекты этих отраслей освеще-
ны далеко не одинаково, и нет оснований требовать от патологии
насекомых одинакового развития всех ее разделов. Так, например,
даже специалисты по отдельным группам насекомых пользуются
разными синонимами для их наименования, не говоря уже о наи-
менованиях в других группах и тем более в рамках патологии на-
секомых в целом. Специалисты-энтомологи же требуют от энтомо-
патологов точных наименований насекомых, поскольку в ориги-
нальных работах (иногда посвященных экзотическим видам) точ-
ные видовые названия отсутствуют.
Автор стремился устранить указанный недостаток всюду, где
для этого имелась хотя бы малейшая возможность. Вместе с тем
он не считает, что латинские названия насекомых-хозяев с указа-
нием рода, вида и автора гарантируют правильность определения.
В книге упоминается более 1000 видов насекомых, у которых бы-
ло зарегистрировано то или иное заболевание, и в ряде случаев
в тексте после названия насекомого отсутствует фамилия описав-
шего его ученого. Разница между зоологической, микробиологи-
ческой и ботанической номенклатурой очень велика, и было бы
полезно провести здесь унификацию.
При цитировании данных автор старался указывать источни-
ки. Благодаря этому читатели могут почерпнуть более подробные
сведения в подлинниках более чем 1500 работ.
7
Неблагоприятным для предлагаемой работы обстоятельством
является относительно небольшое число чехословацких исследова-
ний. Тем не менее автор считал своей обязанностью осветить со-
стояние исследований в данной отрасли в Чехословацкой акаде-
мии наук. Из иностранных работ по патологии насекомых необхо-
димо выделить работу Пейо (1933) и особенно «Основы патологии
насекомых» Штейнхауза (1949) и сборник, изданный под его ре-
дакцией в 1963 г. Сравнение названных работ с настоящей книгой
покажет прежде всего быстрое развитие науки о патологии насе-
комых, а также трудности обобщения одним автором многочис-
ленных работ, относящихся к этой области. Вместе с тем такое
сравнение показывает, что обобщение работ многих авторов имеет
также и другие важные недостатки.
Автор обширной сводной работы распределяет материал между
разделами по собственному усмотрению, но одновременно должен
найти ответ и на ряд таких вопросов, которые могут быть недоста-
точно освещены в отдельных частях книги. При обобщении многих
работ необходимо заботиться также и о том, чтобы обрабатывае-
мые материалы представляли в конечном итоге что-то цельное и
взаимосвязанное. Это требование, вероятно, приводит к некоторым
мелким ошибкам и упущениям, неизбежным при обилии мате-
риала.
Автор стремился, кроме того, привести в книге теоретические
и практические данные, включая рекомендации о способах и ме-
тодах препарирования насекомых и массовой культуры возбуди-
телей их болезней.
Ярослав Вейзер
Общая
часть
I. Наука о болезнях насекомых,
определение и история
Наука о болезнях и патологических изменениях в организме
имеет четко определенные цели и задачи, которыми руководству-
ется исследователь, приступая к своей работе. Эта задача — поль-
за для человека и человеческого общества. Кроме патологии че-
ловека развилась наука о болезнях домашних животных, расте-
ний и насекомых, так как эти организмы имеют наибольшее зна-
чение для человека.
Наука о болезнях насекомых стала интенсивно развиваться
с тех пор, как было установлено значение насекомых как вреди-
телей растений и паразитов животных, переносчиков болезней, а
также как полезных опылителей растений, естественных врагов
вредных насекомых и производителей меда и шелка. В связи с
этим появилось стремление к расширению сведений о способах
уничтожения вредных насекомых и лечения полезных. Науку о
болезнях насекомых называют в литературе патологией насеко-
мых, и ее задачи несколько шире, чем в области медицины.
Патология насекомых не ограничивается лишь описанием бо-
лезненных изменений в организме насекомых, она изучает возбу-
дителей болезней, эпизоотологию и основные свойства и поведе-
ние возбудителей болезней как в организме, так и вне организма
хозяина. С другой стороны, патология .насекомых занимается
только болезнями, вызываемыми микроорганизмами, простейшими
и нематодами, в то время как патологические изменения в орга-
низме насекомых, вызываемые паразитическими членистоногими
(энтомофагами) или неинфекционными причинами (инсектициды,
пища, физические, химические или генетические факторы), обыч-
но являются предметом изучения других специальных отраслей.
Значительная часть результатов исследований патологии на-
секомых становится достоянием наук, изучающих вирусы, бакте-
рии, грибы, простейших и нематод. Наряду с этим она во многом
помогает исследованиям в области экологии и физиологии и, глав-
ное, в большой степени стимулирует развитие биологической борь-
бы с вредными насекомыми настолько, что результаты исследо-
ваний находят практическое применение в сельском хозяйстве,
лесоводстве, в борьбе с переносчиками болезней человека и до-
машних животных, а также в защите полезных насекомых.
Вредные насекомые ежегодно более чем на 14% снижают до-
ходы в земледелии и лесоводстве, поэтому против наиболее опас-
ных вредителей борьба ведется с применением химических средств.
Биологическая борьба с насекомыми путем использования воз-
будителей болезней и паразитов выгодно отличается от химиче-
10
скпх средств борьбы. Биологические средства борьбы особенно
перспективны там, где применение инсектицидов могло бы отра-
зиться на качестве продукции, когда инсектицид не может про-
никнуть в места обитания вредителей или при борьбе с формами
вредных насекомых, которые устойчивы к химическим веществам.
Известны большие успехи биологического метода борьбы с вре-
дителями растений в результате завоза (интродукции) парази-
тических перепончатокрылых, жуков и мух из Европы, Азии и
Австралии в Америку *. Но и энтомопатологи добились неоспори-
мых успехов и, в частности, в использовании возбудителей вирус-
ных болезней пилильщиков Neodiprion sertifer и Gilpinia hercy-
niae, в широком расселении возбудителей болезней капустной и
репной белянок и т. д. Следует, однако, отметить, что в то время
как энтомофаги изучались и известны во всех областях земного
шара, исследование возбудителей болезней, различные виды ко-
торых распространены на обширных территориях, практически
еще не начато. Поэтому интродукция и акклиматизация возбу-
дителей болезней насекомых могут оказаться очень перспектив-
ным способом борьбы в будущем.
Важное значение имеет не только выявление и интродукция
новых возбудителей болезней, но и детальное изучение ряда из-
вестных видов. В качестве примера можно указать, что стремле-
ние к широкому практическому использованию Bacillus thuringi-
ensis, выделенной в культуру еще в 1915 г., привело к заводскому
производству бактериальных препаратов лишь в 1958 г.
В настоящее время изучаются главным образом болезни насе-
комых, вредящих сельскохозяйственным культурам. Однако зада-
чи Всемирной организации здравоохранения (WHO) в последние
годы заинтересовали и ученых-энтомопатологов. Результаты этой
заинтересованности получили отражение и в данной книге.
Возбудители болезней насекомых, различные микроорганизмы,
распространяются теми же путями, которыми осуществляется рас-
пространение возбудителей инфекционных болезней позвоночных
животных и человека. Эта особенность позволяет ожидать, что
возбудители болезней насекомых будут успешно проникать и в
такие места, куда не могут проникать инсектициды.
Среди насекомых имеются не только вредители; многие из них
полезны для человека в экономическом отношении. Из полезных
насекомых наиболее известны пчелы и тутовый шелкопряд, но
нельзя забывать о громадной армии насекомых-опылителей цвет-
ков и о тысячах видов энтомофагов—паразитов и хищников, унич-
тожающих вредителей растений еще на стадии яйца, личинки или
куколки или, позже, во взрослом состоянии. У этих групп насеко-
мых также имеются свои болезни, которые играют неблагоприят-
ную для человека роль.
1 В практике защиты растений известно немало случаев успешной акклима-
тизации энтомофагов, ввезенных из других стран в Европу и, в частности, в
СССР. — Прим, перев.
11
Возбудители болезней поражают и разрушают различные тка-
ни тела насекомых и тем самым нарушают развитие и физиоло-
гические функции отдельных органов. Физиология и гистология
насекомых немыслимы без изучения патофизиологии, патологиче-
ской анатомии и гистологии насекомых, без которых нельзя зара-
нее предвидеть конечный результат заболевания насекомых. Не-
знание этих вопросов приводило к тому, что данные о массовой
гибели насекомых, накопленные в опытах и в итоге наблюдений
в природе, не подвергались серьезному анализу и исследователи
даже не предполагали, что частые случаи массовой гибели насеко-
мых в лабораторных условиях или в природе могли быть вызваны
инфекционными болезнями. Только отдельные экологи, биоценоло-
ги и биометрики были способны (как, впрочем, и в настоящее вре-
мя) обнаружить и определить в телах мертвых насекомых возбу-
дителей их болезней. Именно поэтому часто говорили о «естест-
венной смертности» насекомых даже в тех случаях, когда никакой
«естественной» гибели не происходило. Большинство данных о ди-
намике популяций насекомых страдает одной и той же серьезной
ошибкой — недооценкой роли болезней насекомых в биоценозе.
Даже в методиках оценки инсектицидных препаратов, где очень
точно указаны все условия, обеспечивающие сравнимость резуль-
татов, точно определены условия разведения, возраста тест-насе-
комых и т. п., забывают о биологическом состоянии подопытных
насекомых, об их возможном заражении болезнями. В таких слу-
чаях наличие болезни может исказить результаты испытаний на
целый порядок величин, т. е. в 10 раз, что практически равно раз-
нице между хорошим и плохим препаратом. А ведь у вредителей
запасов, которых обычно используют в качестве тестеров для оцен-
ки эффективности инсектицидов, болезни — весьма обычное явление
при их лабораторном разведении. Таким образом, еще одна за-
дача патологии насекомых — устранить недостатки ряда научных
методик, с тем чтобы можно было избежать неправильных выво-
дов, ошибок и недоразумений.
Возникновение науки о болезнях насекомых
Трудно найти в древних источниках упоминание о болезнях на-
секомых, хотя одомашнивание двух видов насекомых — тутового
шелкопряда и пчелы, нужно думать, не могло происходить без за-
труднений, связанных с болезнями, всегда возникающими в местах
массового скопления особей. О болезнях пчел знал еще Аристо-
тель в 384—322 гг. до и. э., но вряд ли можно верить сведениям
о том, что китайская императрица Си-Лпнг-чп еще в 2700-г. дон. э.
наблюдала болезненные явления у гусениц тутового шелкопряда.
Со временем данные приобретают большую точность, но
лишь в XVIII в. были записаны результаты первых наблюдений
над грибными болезнями насекомых (Валлиснери, в 1709 г.), не-
12
смотря ла то что микозное заболевание — явление очень замет-
ное. Неудивительно также, что грибы оказались первыми из воз-
будителей болезней, на которых был доказан факт переноса ин-
фекции от одного хозяина на другого.
Приоритет в этом бесспорно принадлежит Агостино Басси .из
города Лоди (Италия), который в 1835 г. в своем трактате «Del
mal del sengo, calcinaccio о moscardino» очень подробно описал
белую мюскардину и меры предупреждения этой болезни. У Басси
имелись хорошие возможности для наблюдений, так как в этот
период в Италии интенсивно развивалось шелководство и массо-
вая выкормка шелковичных червей часто проводилась без соот-
ветствующих мер предосторожности. Хотя Басси и не обладал по-
знаниями по микологии, достаточными даже для описания гриба,
но1 он сумел различить ткани тела хозяина и паразита, указал
способ переноса и условия, способствующие заражению, испытал
и рекомендовал средства борьбы с болезнью. Учитывая все это,
Агостино Басси нужно признать первым патологом насекомых.
После Басси появлялись все новые и новые работы об исполь-
зовании разных грибов в борьбе с насекомыми или об обнару-
жении грибов на насекомых. Одуэн (1837 г.) не считал возбудите-
ля белой мюскардины специализированным только на тутовом
шелкопряде и полагал, что этот гриб можно использовать также и
против других насекомых. Однако все работы о болезнях насеко-
мых, появившиеся в научной литературе XIX в., носили лишь ин-
формационный характер и не использовались практикой. С воз-
никновением патологии насекомых в качестве самостоятельной
отрасли науки возникла и цель — решать практические задачи,
тем более, что в этот период во Франции шелководство страдало
от другой болезни — пебрины, ущерб от которой делал шелковод-
ство убыточным.
Луи Пастеру, который уже отличился успешным решением
проблемы «прокисания вина», правительство Франции поручило
провести исследования для выявления возбудителя болезни (пеб-
рины) и изыскания необходимых мер для ее искоренения. В 1865 г.
Пастер переехал из Парижа в Понт-Гиске близ Алее в деп. Гар и
здесь в центре французского шелководства в течение 5 лет изучал
болезни тутового шелкопряда. Внимательное отношение к его ра-
ботам со стороны правительства гарантировало, что результаты
исследований будут внедрены в практику. Пастер столкнулся с
большими трудностями, прежде всего при выделении и иденти-
фикации возбудителей ряда болезней с самыми разнообразными
симптомами. Выделение и определение Пастером спор ноземы не
было в сущности чем-то новым, так как они уже были известны
Менвиллю и Филиппи в 1851 г., а в 1856 г. их снова наблюдал Кор-
налиа и др. В 1857 г. этого паразита описал Негели, который пра-
вильно отнес его к систематической группе, где было известно уже
несколько подобных организмов, вызывающих серьезные болезни
рыб. Все это было известно за 8 лет до того, как Пастер начал
13
свои исследования с пебриной. О трансовариальном переносе но-
йемы писали еще в 1859 г. Виттадини и Осима и показывали спо-
ры в яйцах тутового шелкопряда. Пастер Со своими сотрудниками
Заново изучал все условия развития болезни, а его дочь в своих
опытах с Гусеницами шелкопряда установила влияние стрес-
сов, неблагоприятных воздействий, вызывающих вспышку болезни
у гусениц при латентном заражении.
В отличие от предшествующей практики Пастер использовал
новые подходы. Ученый пришел к выводу, что лишь выбраковкой
зараженных кладок яиц и самок, отложивших такие яйца, можно
очистить грену от латентной инфекции. Пастер на практике дока-
зал, что простой крестьянин может научиться пользоваться микро-
скопом для анализа и очистки грены. Внедрению рекомендован-
ного Пастером метода способствовало и то обстоятельство, что
шелководам за проведение анализа и очистки грены снижали
налог.
Пастер кратко описал и другие болезни тутового шелкопряда
и среди них так называемый «паралич гусениц», связанный с по-
явлением бактерии «с необыкновенными ядрами». Эта бактерия,
названная Пастером без достаточного изучения Bacillus bombycis
только потому, что она обнаружена в тутовом шелкопряде Вот-
byx той, имеет единственный отличительный признак: светопре-
ломляющее «ядро». В настоящее время известно, что паралич гу-
сениц тутового шелкопряда (по-японски «сотто») —типичный при-
знак заболевания, вызванного разными штаммами Bacillus thurin-
giensis, имеющей внутри клетки токсические кристаллы. Таким
образом, Пастер обнаружил этого возбудителя болезней многих
насекомых за 40 лет до его описания. Не случайно, что оба фран-
цузских штамма В. thuringiensis — Anduze и Alesti — происходят
из местностей, находящихся в непосредственной близости от
Понт-Гиске, где работал Пастер. Исследования Пастера дали
первый практический результат в патологии насекомых.
В этом отношении представляет интерес и связь Мечникова с
Пастером. Илья Мечников в начале своей научной деятельности
много занимался болезнями хлебного жука-кузьки. Если здесь
и сказалось влияние Пастера, то это было лишь влияние его пуб-
ликаций о болезнях тутового шелкопряда, а личная встреча про-
изошла намного позже, когда Мечников был занят исследования-
ми фагоцитоза. Следует также отметить, что Мечников по своей
инициативе начал осенью 1878 г. изучение болезней хлебного жу-
ка-кузьки Anisoplia austriaca, чтобы среди их возбудителей найти
средство для его уничтожения. Тогда были-обнаружены несколь-
ко видов бактерий, паразитических нематод, а также зеленый гриб,
который был назван Entomophthora anisopliae (в настоящее время
Metarrhizium anisopliae Metch. (Sorokin). Мечников, как и дру-
гие исследователи, убедился в большом значении болезней насе-
комых и стремился к их практическому использованию. Мечников
пробовал распространять инфекцию, разбрасывая больных личи-
14
пок хлебного жука, почву, в которой они были найдены, или их
экскременты, смешанные с пылью. Был разработан проект соз-
дания сети станций (лабораторий) по размножению гриба для его
последующего рассеивания на полях.
Исследователи во Франции, Германии и США под влиянием
работ Басси занимались лишь теоретическим обоснованием воз-
можности практического использования патогенных грибов, но
Мечников, то ли потому, что он был более решителен, или пото-
му, что недостаточно ясно представлял себе трудности массового
производства биопрепарата, приступил к конкретным действиям.
Он искал больных личинок жука и находил в песчаных почвах
Украины до 40% личинок, зараженных грибом. Найдены были и
больные личинки свекловичного долгоносика. Специальная комис-
сия изучала его проект мероприятий против вредителей, а в это
время Мечников разрабатывал питательную среду для размноже-
ния гриба. По рекомендации химика А. Вериго он использовал от-
ходы пивоварения и начал культивировать найденный им гриб.
Мечников был первым исследователем, пытавшимся организовать
промышленное разведение гриба в больших количествах. К сожа-
лению, нет данных, как работала комиссия в Харькове и Одессе,
изучавшая проект Мечникова, и что происходило в период между
1880 и 1883 гг.1. Как будто Мечников нашел молодого энтомоло-
га, который размножил возбудителя и провел опыты на полях
графа Бобринского. Сопоставляя место и время, можно думать,
что заслуга в открытии станции в Смеле для массового размноже-
ния зеленой мюскардины, которой руководил Исаак Красильщик,
принадлежит Мечникову. Если учесть, что на твердых питатель-
ных средах выход спор не превышает 10% от всей массы гриба,
а обычно составляет от 3 до 5%, то производство 55 кг чистых
спор Metarrhisium anisopliae за 4 месяца свидетельствует о вы-
сокой производительности станции. Для получения такого количе-
ства спор сотрудники станции должны были вырастить не менее
500—1000 кг грибной массы, а с учетом питательной среды — пе-
реработать 2000 кг материала.
Полученные споры гриба смешивали с пылью и этой смесью
опыливали поля. Через 10—14 дней после обработки смертность
личинок и жуков свекловичного долгоносика (Bothynoderes рипс-
tiventris) достигала 55—80%. Однако в то время еще не имелось
условий для применения биологических средств борьбы с вреди-
телями. Каждое изменение в общей сельскохозяйственной эконо-
мике сразу же отражалось и на работе исследователей, разраба-
тывавших средства борьбы с вредителями. Очень высокий урожай
сахарной свеклы немедленно понизил интерес свекловодов к био-
препарату. Однако биоэнтомологическая станция Красильщика
работала очень долго, с 1883 по 1908 г., т. е. непрерывно 25 лет,
1 Я. Вейзеру неизвестны материалы о Мечникове, опубликованные И. И. Пу-
зановым н др. См., например,,статью М. С. Гилярова в журнале «Защита ра-
стений от вредителей и болезней», № 5, 1970. — Прим. ред.
15
Правда, с неодинаковой интенсивностью. На станции изучали па-
разитов вредителей и экологические факторы, имеющие значение
в борьбе с вредителями.
К сожалению, Украинская биологическая станция не пользова-
лась той известностью и авторитетом, которыми обладал Пастер.
Позднее станция прекратила существование и хотя вопросы био-
логической борьбы с насекомыми изучались во многих других
Местах, но не существовало координационного центра.
В тот же период велась подготовка к использованию грибов
для борьбы с различными вредителями растений в США. В 1888 г.
Сноу начал серию опытов с белой мюскардиной Beauveria globu-
lifera на пшеничном клопе Blissus leucopterus Say. При Канзас-
ском университете была организована станция, которая пропаган-
дировала и распространяла указанный гриб. Более 50 000 пакетов
с грибом были распределены среди заинтересованных фермеров.
Хотя результаты первых лет, с 1891 по 1892 г., были успешными,
фермеры все же отказались от этого метода. Несмотря на то что
в Америке этот гриб был обнаружен 100 лет назад, в США его
ввозили из Европы. Ожидалось, что интродуцированная форма, по-
добно лавине, распространится по стране, но этого не случилось.
Опыты, проводившиеся в Европе и Америке по использова-
нию различных возбудителей болезней насекомых для борьбы с
вредителями, далеко не всегда были успешными, и интродукция
в Калифорнию хищного жука новиуса (Rodolia cardinalis)—ес-
тественного врага австралийского желобчатого червеца Iceryapur-
chasi, давшая блестящие результаты, резко отрицательно сказа-
лась на патологии насекомых. В конце прошлого и в первые годы
этого столетия патологи насекомых обобщали накопленный мате-
риал, определяли и описывали все новых возбудителей болезней
и т. п. Ведь даже такая серьезная болезнь пчел, как нозема, бы-
ла описана лишь в 1909 г. Капитальные труды Леже, Гессе, Дю-
боска, А. Шнейдера, Шаттона и др. содержали всего лишь подроб-
ные обзоры болезней многих видов насекомых, вызываемых
простейшими.
С развитием протозоологии пробудился интерес и к вирусным
болезням. Болле в последние годы XIX в. пришел к выводу, что
кристаллики в теле мертвых насекомых являются покоящейся ста-
дией вирусов — возбудителей болезней. За возбудителя болезней
он принимал и организмы, родственные простейшим. Массовое
размножение монашенки, наводнившей Европу, заставило иссле-
дователей обратиться к болезни ее гусениц—полиэдрозу, которая
и погасила вспышку размножения этого вредителя. Изучением
этиологии данной болезни занимались Эшерих, Провазек и другие
исследователи. Аква, работавший на станции шелководства в
Портичи, обнаружил вирус полиэдроза тутового шелкопряда. Ко-
марек и Брейндл провели опыты с фильтрованием возбудителя
полиэдроза монашенки. В то же время и позже другие исследова-
тели работали с иными вирусами. Говоря о развитии науки о бо-
16
лезнях насекомых, необходимо напомнить о таких лицах, как Пейо,
Метальников, Д’Эрелль и Глезер.
Первая заслуга Д’Эрелля заключалась в том, что он в 1911 г.
выделил микроорганизмы из трупов саранчи при ее массовой ги-
бели на полуострове Юкатан в Мексике. Выделенный организм,
названный Coccobacillus acridiorum, Д’Эрелль размножил и испы-
тал против саранчи в Гватемале, Аргентине и Тунисе. До тех пор,
пока Д’Эрелль сам работал с этой бактерией, результаты в ряде
широких опытов были успешными, однако затем они резко ухуд-
шались. Через восемь лет Глезер проверил культуры, которые хра-
нились в коллекциях под названием С. acridiorum, и установил,
что ни один штамм не соответствовал описанию Д’Эрелля. В опуб-
ликованных разными авторами статьях по этому вопросу нет до-
статочных данных, чтобы объяснить причины неудачного исполь-
зования С. acridiorum в борьбе с саранчой.
А. Пейо и С. Метальников поддерживали связь с Пастеров-
ским институтом в Париже. Пейо продолжил исследования, ос-
тавленные в свое время Пастером, и изучал болезни тутового шел-
копряда по заданию Министерства земледелия Франции. Резуль-
таты его исследований опубликованы в нескольких специальных
изданиях и в двух книгах «L’infection chez les insectes» в 1933 г.
и «Traitfe des maladies du ver a soie» в 1930 г. Эти работы, содер-
жавшие обзор обширной литературы, стали исходными для изу-
чения болезней насекомых, хотя в настоящее время результаты
иммунологических исследований, основанных на опытах с зараже-
нием микроорганизмами-, и их интерпретация уже неприемлемы.
Для Метальникова положение с работой сложилось намного
лучше. Помимо исследований в области иммунитета насекомых по
отношению к патогенным бактериям, он занимался также прак-
тическим применением патогенных организмов в поле, и результа-
ты его исследований за период 1928—1940 гг. имеют определенную
ценность и в настоящее время. В рамках мероприятий Междуна-
родной комиссии по изучению стеблевого мотылька Метальников
испытывал против разных вредителей смеси микроорганизмов,
размноженных под его руководством, и получал отличные резуль-
таты. Высокая эффективность биопрепаратов Метальникова объ-
яснялась также и тем, что среди использованных микроорганизмов
была и Bacillus thuringiensis, обнаруженная в 1915 г. Берлинером.
В смесях Метальникова она присутствовала под названиями
В. thuringiensis или В. cazaubon. Эти же виды бактерий входили
также в состав французского биопрепарата «Спореин», который
продавался некоторое время. Препараты Метальникова применя-
лись для опыливания против вредителей запасов, хлопчатника, ви-
нограда, кукурузы и'т. д. Большинство этих препаратов испытыва-
лось лишь на небольших делянках, однако, каков бы ни был
масштаб исследований Метальникова, они по праву являются про-
образом современных широких мероприятий с использованием био-
препаратов на основе В. thuringiensis. Хотя Метальников и не
2 Я. Вейзер
17
проводил специальных исследований, он на практике доказал без-
вредность этой бактерии для теплокровных. Метальников не счи-
тал, что достаточно внести в биоценоз минимальное количество
патогенного начала, чтобы вызвать массовую гибель насекомых.
Он применял энтомопатогенные микроорганизмы, так же как позд-
нее стали применять контактные инсектициды. В этом Металь-
ников был более прогрессивным исследователем, чем Пейо.
В США сложилась группа систематиков паразитов насекомых,
каким был, например, Р. Текстор, а также группа известных пато-
логов насекомых. Из них следует назвать Г. Уайетта, очень энер-
гичного наблюдателя и экспериментатора, сумевшего дать объяс-
нение ряду проблем, относящихся к патологии пчел, и создавшего
свою школу исследователей, среди которых был и Р. Ф. Глезер.
Этот выдающийся энтомопатолог сумел своими работами связать
воедино начальный период исследований болезней насекомых с
современностью. Вначале, работая с Дж. Чепменом, Глезер изу-
чал полиэдренные вирусы насекомых, затем исследовал энтомо-
патогенных бактерий, явления симбиоза и, наконец, нематод, па-
разитирующих в насекомых.
Разработанный Глезером метод размножения нематоды Neoap-
lectana glaseri и ее использования против японского жука Popil-
lia japonica может служить еще одним примером практического
полевого применения биопрепарата в борьбе с вредителями. Столл
и Датки продолжили работы Глезера по изучению нематод, парази-
тирующих в насекомых, а также других болезней японского жука.
Развитие патологии насекомых в последние годы
Годы после второй мировой войны характеризуются повсемест-
ным ростом интереса к патологии насекомых. Ведущее место здесь
заняла организованная в 1945 г. лаборатория патологии насеко-
мых при Сельскохозяйственном институте Калифорнийского уни-
верситета в Беркли, руководимая проф. Э. Штейпхаузом.
Опубликованные Штейнхаузом работы «Микробиология насе-
комых» (1946) и «Основы патологии насекомых» (1949 г.) явля-
ются большими вехами в развитии патологии насекомых, выделив-
шими ее как самостоятельную научную дисциплину и пробудив-
шими интерес к ней во всем мире.
Помимо лабораторий в Беркли и Риверсайде, в США имеется
еще лаборатория в Белтсвилле, возглавляемая Датки. В Канаде
еще в 1946 г. была построена очень современная лаборатория па-
тологии насекомых в Со-Сент-Мари в провинции Онтарио, в на-
стоящее время реорганизованная в Институт патологии насекомых
в системе научных учреждений по лесоводству Министерства зем-
леделия Канады. Этот институт вместе с лабораторией Института
энтомологии в Бельвилле и лабораторией в Силлери занимается
в Канаде вопросами патологии насекомых.
18
Европа в этом отношении не отстала от Америки. К наиболее
старым исследовательским учреждениям, где проводятся работы
в области патологии насекомых, прежде всего относятся институ-
ты пчеловодства и шелководства (Институт пчеловодства в Берне,
где работает Моргенталер, Институт шелководства в Падуе, где
работает Мазеро). В Институте Пастера также имеется рабочая
группа, занятая исследованиями болезней насекомых. В 1954 г.
организована лаборатория патологии насекомых в Праге при Био-
логическом институте Чехословацкой академии наук. В 1956 г.
была создана Международная комиссия биологической борьбы
(CILB) в составе «Международного Союза биологических наук»
для содействия развитию лабораторий патологии насекомых и
биологической борьбы с вредителями в странах — членах союза.
Благодаря этому во Франции появилась лаборатория биологиче-
ского метода борьбы и биоценологии в Ла-Миньер близ Версаля
и инсектарий в Антибе, а позднее лаборатория фитопатологии
Национального центра сельскохозяйственных исследований в Сен-
Кристоле близ Алее. Одновременно в ФРГ организуется Институт
биологического метода борьбы с насекомыми в Дармштадте, а в
Швейцарии — лаборатория биологического метода борьбы с насе-
комыми при Институте энтомологии в Цюрихе. В СССР одна из
лабораторий Всесоюзного института защиты растений (ВИЗР)
разрабатывает микробиологические методы борьбы с насекомыми
и организованы две другие лаборатории в Киеве и Иркутске.
В 1959 г. создана лаборатория патологии насекомых при Инсти-
туте биологии Сибирского отделения АН СССР в Новосибирске.
В тот же период постепенно создаются лаборатории патологии
насекомых и биологического метода борьбы с вредными насеко-
мыми в Белграде и Загребе (Югославия), в Софии (Болгария),
в Мадриде (Испания), в Варшаве и Познани (Польша). Такую
лабораторию Голландия имеет в Амстердаме, а лаборатория био-
логического метода борьбы с насекомыми Китайской академии
наук находится в Пекине с филиалами в Шанхае и Кантоне.
Возросший интерес к этой новой отрасли науки отразился и
в том, что на международных энтомологических и микробиоло-
гических конгрессах начиная с 1956 г. работали специальные сек-
ции патологии насекомых (1956 г. — Монреаль, 1960 г. •—Вена,
1960 г. — Монреаль-—бактериология). Комиссия по биологиче-
ской борьбе (CILB) ежегодно проводит коллоквиумы для сотруд-
ников лабораторий стран-участниц. В 1958 г. в Праге состоялась
I международная конференция по болезням насекомых и био-
логическому методу борьбы с насекомыми, в которой участвова-
ло 150 делегатов от всех ведущих лабораторий. Ее продолжением
явилась II международная конференция в Париже в 1962 г., и
такие конференции по болезням ’ насекомых будут созываться раз
в четыре года в каком-либо центре исследований патологии насе-
комых. С 1956 г. выходит французский журнал «Entomophaga»,
а с 1958 г. — американский «Journal of Insect Patology».
2*
19
II. Общие понятия о патологии
насекомых
Научные исследования болезней насекомых требуют опреде-
ления ряда общих понятий, принятых в медицине и ветеринарии.
Во взаимоотношениях между микроорганизмами и их хозяе-
вами необходимо различить понятия «инфекционность» и «пато-
генность». Под инфекционностью понимается способность орга-
низма существовать в определенном хозяине. Патогенность — спо-
собность такого организма причинить своему хозяину ущерб, вы-
звать болезнь.
Определение, диагноз болезни какого-либо организма, обяза-
тельно требует определения нормального состояния здорового ор-
ганизма. Это требование, естественно, усложняет вопрос.
В тех случаях, когда определенные скрытые изменения в орга-
низме приводят к гибели изучаемой особи, распознавание болезни
не представляет труда. Однако это понятие менее ясно и опреде-
ленно в случаях, когда болезненное состояние возникает ранее и
не приводит к смерти. В таких случаях только микроскопическое
исследование изменений, происшедших в изучаемой особи, может
дать доказательство наличия или отсутствия болезни. Для обнару-
жения больных особей следует сравнивать друг с другом особей
из одной популяции и отделять тех из них, которые принципиаль-
но отличаются от основной массы по определенным функциональ-
ным проявлениям. Болезнью следует считать такие изменения нор-
мальных, присущих большинству особей, функций организма, ко-
торые могут привести ту или иную особь к смерти. Внешне эти
изменения обычно проявляются в отклонениях, выражающихся в
форме, размерах и окраске тела, в изменении гистологического
строения и химического состава органов, что вызывает изменение
их физиологических свойств.
Некоторые болезненные изменения связаны с наследственны-
ми, генетическими особенностями и могут проявляться лишь в по-
следующих поколениях.
В зависимости от факторов, которые вызвали заболевание,
можно и у насекомых различать болезни инфекционные и неин-
фекционные. Предметом дальнейшего обсуждения являются ин-
фекционные болезни насекомых, вызываемые различными организ-
мами, такими, как бактерии, вирусы, риккетсии, грибы, простей-
шие и нематоды. Инфекционное начало этих организмов активно
распространяется от одной особи к другой и интенсивность такого
распространения сильно зависит от численности популяции и ча-
стоты контактов особей с источником инфекции. Неинфекционные
20
болезни, поражающие организм насекомого, вызываются физиче-
скими или химическими факторами или же бывают следствием на-
падения энтомофагов, также относящихся к членистоногим. К этой
группе неинфекцибнных болезней насекомых относятся и заболе-
вания, вызываемые голоданием, а также болезни, вызываемые не-
подходящей пищей: Воздействие всех таких факторов мало зави-
сит* от численности популяции насекомых. Степень и характер
поражения популяции этими факторами обычно одинаковы в раз-
ных местах ареала вида. При исследовании неинфекционных бо-
лезней насекомых исходят из иных предпосылок, чем при иссле-
довании инфекционных болезней. Неинфекционные болезни насе-
комых очень мешают при дифференциальной диагностике инфек-
ционных заболеваний. Главным отличительным признаком неин-
фекционных болезней является то, что они не передаются от боль-
ной особи здоровой. Следует, однако, указать, что во многих слу-
чаях передача несомненного возбудителя инфекции от больной
особи к здоровой затруднена и требует от экспериментатора боль-
шого опыта.
Второй группой факторов, которые вызывают затруднения при
диагностике болезней и не рассматриваются в настоящей книге,
являются симбионты насекомых. Эти организмы — бактерии, рик-
кетсии или дрожжи, постоянно обитающие в определенных частях
тела насекомого, вызывают образование тканей особого типа, не
имеющих дегенеративного характера, из которых такие микроор-
ганизмы-симбионты далее не распространяются. По этому послед-
нему свойству можно отличить бактерий-симбионтов мух, клопов
или клещей от инфекционных бактерий. Клетки в жировом теле
тараканов также содержат симбионтов — мелкие слизистые обра-
зования, называемые мицетомами [38, 39]. Симбионтов в теле щи-
товок, листоблошек и других групп насекомых можно отличить
от инфекционных бактерий или грибов по строению и реакции тка-
ней хозяина. Детальное описание этих образований в разных ви-
дах насекомых-хозяев приведено в работах Бухнера [6, 7], где
указана и соответствующая литература. Бактероиды-симбионты
передаются последующим поколениям, находясь внутри или на по-
верхности яиц; их очень трудно изолировать и разводить на ис-
кусственных питательных средах. Воздействие некоторых антибио-
тиков или воспитание хозяина при повышенном содержании кис-
лорода приводит к тому, что симбионты, обитающие в полостях
тела, иногда редуцируются и исчезают. Без симбионтов многие
насекомые-хозяева не могут существовать и погибают.
Переходными формами между случайными обитателями в теле
насекомых и патогенными для них организмами является ряд воз-
будителей болезней, переносимых насекомыми с одного животного
на другое или с растения на растение в тех случаях, когда в про-
цессе переноса возбудители таких болезней находятся в различных
частях пищеварительного тракта или в слюнных железах насе-
комых.
21
ВНЕШНИЕ ПРИЗНАКИ БОЛЕЗНЕЙ
Понятие «болезнь» включает признаки отличия больной особи
ют здоровой. Больная особь отличается от здоровой рядом внеш-
них признаков, физиологическими и патологическими изменения-
ми тканей.
Внешние видимые изменения — признаки болезни — помогают
отличать зараженных особей от здоровых. Такие изменения и
признаки могут быть, однако, сходными при разных болезнях,
но иногда, наоборот, они настолько малозаметны и незначи-
тельны, что их можно наблюдать только у популяций отдель-
ного вида, а у другого вида или видов они утрачивают свою вы-
разительность и доказательность. Наиболее очевидные и надеж-
ные признаки заражения проявляются в изменении движений
насекомых, в изменении окраски их тела, размеров и формы, по-
глощения пищи и поведения зараженных особей.
Изменения в движениях возрастают с развитием болезни. При
всех заболеваниях, в течение которых постепенно разрушаются все
новые и новые участки тканей, движения постепенно ослабевают,
зараженные особи перестают передвигаться и остаются на месте
до своей гибели. Прекращение движения больных насекомых на-
блюдается при бактериальных заражениях и часто наступает лишь
За несколько часов, иногда за два дня (при слабом заражении
В. thuringiensis) до гибели. При заражении вирусами движения
прекращаются непосредственно перед гибелью, так как полиэдры
образуются одновременно во всех восприимчивых клетках тела, и
поэтому функции тканей прекращаются также синхронно. Пре-
кращение движения происходит и при заражении грибными возбу-
дителями за 2—3 дня перед полным развитием гриба в теле насе-
комого, а при заражении грибом Beauveria — даже за неделю до
гибели.
При заражении энтомофторовыми грибами движения пре-
кращаются за 24 часа до прорастания грибницы изнутри тела на-
секомого, а у крупных видов насекомых (гусениц) движения пре-
кращаются за 2—3 дня до появления грибницы на наружных
частях тела (Tarichiuni megaspermum). При заражении простей-
шими насекомые перестают двигаться довольно скоро. Гусеницы
златогузки, зараженные микроспоридиями (например, Thelohania
hyphantriae Weiser [44]) прекращают движение уже на пятый день
после заражения, однако неподвижные и непитающиеся гусеницы
живут еще до 3 недель и реагируют на прикосновение. Подобные
признаки характерны и для заболеваний, вызываемых схизогрега-
ринами, например Mattesia dispora на амбарной огневке (Ephestia
kuehniella), когда гусеница постепенно высыхает и сокращается
до 'Д и даже */е своего первоначального размера. Признаки зара-
жения бактериальными возбудителями (В. thuringiensis) подобны
признакам заражения простейшими, когда симптомы болезни за-
раженного насекомого развиваются, как при медленном отравле-
22
нни. Такое проявление болезни чаще всего имеет место у амбарной
огневки и южной амбарной огневки (Plodia interpunctella) и из-
вестно в литературе как сонливость или вялость гусениц.
Некоторые заболевания вызывают определенные перемещения
зараженных особей. Насекомые, которым свойственны суточные
миграции, как, например, гусеницы монашенки (Lymantria топа-
cha) или кольчатого шелкопряда (Malacosoma neustria), при за-
ражении полиэдрозом собираются группами обычно в верхней
части заселенной ими ветки. Это объясняется тем, что в течение
ночи гусеницы заползают на вершины веток, а утром спускаются
вниз к развилкам. В связи с тем что большинство гусениц, зара-
женных полиэдрозом, в первом дисперсном периоде полиэдроза
погибают вечером или утром, они остаются висеть у верхушек
веток, а еще здоровые гусеницы сползают по ветке вниз. Аналогич-
ная «верхушечная» болезнь присуща саранче, зараженной Ento-
mophaga grylli, если гибель наступает вечером, т. е. когда саранча
сосредоточивается на стеблях растений. «Верхушечную» болезнь
можно наблюдать и у гусениц совки-гаммы (Plusia gamma), за-
раженных грибом Tarichium megaspermum; этот же гриб на гусе-
ницах озимой совки (Еихоа segeium) развивается в период их
нахождения в почве. Личинки майского хруща (Melolontha melo-
lontha), зараженные риккетсией Rickettsiella melolonthae, выбира-
ются на поверхность почвы. При разведении в лаборатории шелко-
пряда Thaumetopoea pityocampa почти все зараженные полиэдро-
зом гусеницы вылезали на поверхность своего паутинного гнезда.
У видов бабочек, гусеницы которых живут большими колониями
в паутинных гнездах, особи, отделяющиеся от основной массы,
очень часто подвергаются нападению паразитов из числа пере-
пончатокрылых или двукрылых. У насекомых, обитающих в воде,
зараженные особи обычно менее подвижны, и поэтому они дер-
жатся у дна водоема или же течение сносит их под камни, в за-
росли травы и т. п.
Изменение окраски тела у живых насекомых можно наблюдать
лишь на тех видах и стадиях, хитиновый покров которых позволя-
ет различать изменения в окраске, происходящие во внутренних
тканях. Только поранения и грибные заболевания вызывают появ-
ление черных пятен на теле живых насекомых. При поранениях,
возникающих в результате сосания клещей, проколов паразитиче-
скими насекомыми или в местах внедрения нематод, образуются
круглые черные пятнышки, часто со светлым кружком в центре.
Такие пятна позже не увеличиваются в размерах, они вызваны
тем, что гемолимфа непосредственно в месте прокола окислилась
и почернела под действием кислорода воздуха, проникшего под
кожный покров через прокол. При заражении грибами Deuteromy-
cetes, особенно Beauveria bassiana, черные пятна неправильной
формы образуются на теле насекомых в местах оседания спор гри-
ба, прорастающих внутрь тела. Такие черные пятна увеличивают-
ся в размере по мере прорастания и внедрения в тело насекомого
23
новых и новых спор. Позднее увеличение размеров пятен пре-
кращается, а иногда они даже исчезают после гибели насекомого.
Почернение гемолимфы происходит также при септицемии на-
секомых — после поранения пинцетом при сборе или пересадке
(например, у Ephestia ktiehniella они очень заметны). При зара-
жении нематодами рода Diplogaster личинки нематод проникают
из кишечника в тело хозяина в определенных местах кишечника,
и здесь появляется очень заметное почернение тела зараженных
гусениц (Carpocapsa, Galleria, Pyrausta). Потемнение окисленной
гемолимфы служит также признаком бактериальной септицемии
гусениц тутового шелкопряда. Другие возбудители болезней, как,
например, Bacillus popilliae или Mattesia dispora, наоборот, пре-
пятствуют почернению гемолимфы зараженных насекомых. Не чер-
неет также гемолимфа у Galleria melonella, иммунизированной
против Pseudomonas aeruginosa [34].
Белая окраска насекомых свидетельствует об их заражении
такими болезнями, при которых в тканях непосредственно под кож-
ным покровом происходит концентрация белковых частиц (поли-
эдров) или спор гриба.
На участках тела больных насекомых с достаточно прозрач-
ным, слабопигментированным кожным покровом всегда хорошо
видны участки жирового тела, пораженные микроспоридиями или
кокцидиями. В тех случаях, когда болезнетворные организмы пе-
реходят в гемолимфу, все тело зараженной особи становится мо-
лочно-белым (молочная болезнь личинок японского жука Popillia
japonica, вызываемая Bacillus popilliae, молочный цвет личинок
хрущей, пораженных риккетсиями, белые личинки мошек, зара-
женных Coelomycidium simulii и микроспоридиями).
Грибные заболевания сопровождаются тем, что зараженные
особи приобретают розоватую окраску, при этом пораженное тело
насекомого несколько затвердевает и приобретает творожистую
консистенцию. Некоторые болезнетворные грибы придают заражен-,
ным насекомым цвет своих спор — желтоватый, зеленоватый или
коричневый. Гриб Tarichium megaspermum образует под кутику-
лой хозяина слой покоящихся спор вначале коричневого, а затем
смолисто-черного цвета. Другие виды грибов, как, например, So-
rosporella или Myiophagus, придают зараженным насекомым ин-
тенсивно красную окраску.
Вирусные болезни также иногда вызывают изменения окраски
тела насекомых. Гусеницы тутового шелкопряда, больные поли-
эдрозом, имеют интенсивно желтую окраску. Гранулез Cacoecia
murinana сопровождается необычно белым окрашиванием гусениц,
такой же признак свойствен и гусеницам американской белой ба-
бочки (Hyphantria сипеа), больным гранулезом. Полиэдроз у
Trichoplusia ni характеризуется заметным побелением больных гу-
сениц. Имеют окраску также и стромы разных видов грибов рода
Cordyceps, вырастающие из тела зараженных насекомых.
Изменения размеров и формы. Изменения в размерах тела и
24
скорости роста насекомых типичны при хронических или медлен-
но протекающих болезнях. Большинство болезней, вызванных мик-
роспоридиями, сопровождается заметными ненормальностями в
росте зараженных особей. Это явление хорошо известно для гусе-
ниц тутового шелкопряда, зараженных Nosema bombycis, и
аналогичное Аллен наблюдал у гусениц картофельной моли
(Gnorimoschema operculella), зараженных Nosema destructor.
Инфекции, поражающие жировое тело, уничтожают энергетиче-
ские резервы зараженных насекомых, и их отсутствие проявляет-
ся к концу личиночной стадии. У зараженных гусениц надолго за-
держиваются линьки, и такие гусеницы погибают перед окукли-
ванием или же превращаются в недоразвитых куколок, у которых
нормальный хитин образуется лишь на голове, спинке и конце
брюшка, а остальные части тела сохраняют личиночную кутикулу.
Под влиянием образующихся цист нарушается гормональная сис-
тема личинок, которые хотя и растут, но не развиваются.
Размеры личинки мошек с цистами микроспоридий в жировом
теле соответствуют размерам нормальных личинок последнего
возраста, но у зараженных личинок недоразвиты анальные ды-
хальца, у основания грудных дыхалец—черные концентрические
круги. При инфекциях, при которых образуются не большие цис-
ты, а, например, лишь мелкие зигоспоры в полости тела, таких за-
держек в развитии не происходит.
Деформация тела насекомых, вызванная инфекционными ор-
ганизмами, наблюдается при многих заболеваниях. Цисты мик-
роспоридий наиболее заметны у насекомых, обитающих в воде,
и их легко обнаружить, так как они хорошо видны через просве-
чивающие кожные покровы таких насекомых. Общеизвестно также
наличие на конце брюшка личинок мошек линочных шкурок. Plis-
tophora simulii образует здесь расчлененные, разделенные глубо-
кими бороздами белые цисты, в то время как разные возбудите-
ли из р. Thelohania образуют вытянутые цисты, заполняющие все
жировое тело личинки с одной стороны. В отличие от них цисты
Caudospora simulii монолитны, заключены в красную пигментиро-
ванную эпителиевую оболочку, в которую глубоко врезаются меж-
сегментные перегородки. Разбухание сегментов, под которыми об-
разуются цисты микроспоридий, можно наблюдать у личинок ко-
маров, поденок и ручейников.
В ряде случаев под влиянием инфекции происходит укорачива-
ние и мумификация тела зараженных насекомых, что объясняется
повреждениями пищеварительного тракта и недостатком корма.
При заражении Clostridium brevifaciens гусеницы сильно укорачи-
ваются и сморщиваются. Гусеницы непарного шелкопряда (Ly-
mantria dispar), больные кишечным микроспоридиозом, вызывае-
мым Nosema muscularis, заметно утоньшаются и ссыхаются, но
не укорачиваются, а обычно свертываются на листе, подобно ежу.
Изменения в питании насекомых. Реакция насекомых при за-
ражении проявляется и в поглощении корма и чаще всего наблю-
25
дается при инфекциях, поражающих кишечный тракт,— кишечный
полиэдроз, отравление токсином Bacillus thuringiensis, поврежде-
ния эпителия риккетсиями или простейшими, которые вызывают
прекращение питания или снижают его до минимума, так как эпи-
телиальные клетки кишечника полностью или в большинстве унич-
тожены и распались. В начальный период болезнь сопровождает-
ся частыми рвотами и выделением разжиженных и даже жидких
экскрементов, нередко заключенных в выпадающую перитрофи-
ческую оболочку и содержащих очень много плазматических эле-
ментов.
Экскременты больных гусениц часто присыхают к заднему
концу тела и не сбрасываются даже при передвижении особи. При
заражении насекомых кишечным цитоплазменным полиэдро-
зом на поверхности экскрементов образуется довольно толстый бе-
лый слой, напоминающий порошковидную известь. Подобный ха-
рактер имеют также экскременты насекомых при их заражении
простейшими.
Более интенсивное поглощение пищи больными насекомыми
наблюдается только при заражении короедов нематодами, когда
неинфицированные нематоды развиваются в теле насекомого и
вредят ему тем, что поглощают питательные вещества из гемо-
лимфы. Для возмещения этих потерь питательных веществ зара-
женные насекомые поедают больше пищи, чем здоровые.
ИЗМЕНЕНИЯ В ТКАНЯХ ТЕЛА ЗАРАЖЕННОГО
ОРГАНИЗМА
Большинство возбудителей болезней насекомых специфичны
для определенных тканей тела или же вначале заражается ка-
кая-либо одна ткань, а затем инфекция распространяется на дру-
гие органы. Восприимчивость разных тканей насекомого к данно-
му виду возбудителя предопределяет развитие инфекции, которая
может быть общей или локализованной в каком-либо одном уча-
стке тела хозяина. Необходимо указать, что болезнь у насекомых
вообще от момента проникновения инфекции в тело, развиваясь
более или менее интенсивно, заканчивается гибелью хозяина, тог-
да как у млекопитающих часто возникают защитные процессы,
и в конечном итоге больной организм может освободиться от ин-
фекции. Время от проникновения инфекции в организм до про-
явления видимых признаков болезни называется инкубационным
периодом. Поскольку заражение насекомых обнаруживают толь-
ко по объективным признакам (цвет, форма тела, движения), в
ряде случаев первым видимым признаком болезни является уже
гибель хозяина или же образование в его теле полиэдров при ви-
русных заболеваниях, образование разных стадий грибов на по-
кровах тела и т. п. Развитие большинства микроорганизмов, кото-
рые вызывают заболевания насекомых, зависит от метаболизма
хозяина, от обмена веществ в его тканях. Если этот обмен замед-
26
ляется в период зимовки, диапаузы насекомого пли в период его
подготовки к линьке, замедляется и развитие болезни, в связи
с чем изменяется и продолжительность инкубационного периода
болезни у разных особей одного и того же хозяина. Одна и та же
болезнь может развиваться также с разной скоростью в хозяевах
различных видов. При острых формах инфекции болезнь от момен-
та заражения до гибели хозяина протекает с постоянным воз-
растанием интенсивности развития патогенного фактора и степени
поражения им хозяина. При хронических инфекциях, когда в боль-
ном организме происходит частичное восстановление, замена по-
раженных тканей (их регенерация), болезнь протекает медлен-
нее и скорость ее развития зависит от того, как быстро возбуди-
тель болезни поражает вновь образовавшиеся ткани. Выровнен-
ная, нормальная для развития насекомых среда, ограничивает
развитие микроорганизмов — возбудителей болезней—и они при-
чиняют хозяину лишь небольшой вред, но такое равновесие может
быть нарушено каким-либо внешним фактором, который воздей-
ствует в том или ином направлении и активизирует сопротивляе-
мость хозяина или стимулирует переход возбудителя к большей
активности. Одним из примеров хронического заболевания, при
котором хозяин п его паразит долгое время находятся в состоянии
равновесия, является так называемая латентная инфекция — труд-
но обнаруживаемое заражение при болезнях, где возбудителями
являются невидимые простым глазом или в обычные микроскопы
вирусные инфекции. Такие инфекции не проявляют себя в ор-
ганизме насекомого в течение очень долгого периода, даже не-
скольких поколений.
Развитие латентных инфекций активируется каким-либо внеш-
ним воздействием. В связи с тем что такого рода болезнь может
быть присуща насекомым, обитающим на широких территориях,
имели место случаи, когда при активации вирусной инфекции на-
секомые погибали почти одновременно в огромном количестве на
сотнях гектаров и даже больших пространствах. Смерть особи на-
ступает, когда в организме резко нарушаются или прекращаются
взаимосвязанные и весьма сложные, высокоорганизованные про-
цессы. Установление момента смерти очень затруднительно. В опы-
тах наблюдалось, что самцы комаров с отрезанными головами ко-
пулировали с самками, в то время как в природных условиях ко-
пуляция происходит лишь в скоплениях комаров, роящихся высоко
над землей. Самки поденок после удаления им головы откладыва-
ют все сформированные у них яйца.
При исследовании насекомых, погибших от болезни, по гисто-
логическим препаратам можно установить, что определенные тка-
ни в момент фиксации препарата были уже мертвыми, в то время
как другие полностью функционировали. У насекомых, не находя-
щихся в диапаузе и поглощающих пищу, разложение тканей тела,
приводящее к смерти, всегда начинается с кишечника. Если в ки-
шечнике отсутствует пища и нет микробов, насекомое может оста-
27
ваться длительное время мумифицированным, не разлагаясь, в в
последующем патологические изменения в кишечнике могут про-
исходить уже после изменений в других тканях. Насекомые, на-
ходящиеся в непитающихся фазах (яйца, куколки, иногда имаго),
могут погибнуть «асептически», т. е. без уничтожения их тканей
бактериями. Во всех других случаях бактерии, находящиеся в ки-
шечнике насекомых, разлагают внутренние органы, как только
отомрет кишечник. Пищеварительные ферменты, выделенные слюн-
ными железами насекомых, разрушают стенки собственного ки-
шечника, как только прекращаются его перистальтика и другие
функции.
Кишечник насекомых, их средняя кишка (mesenteron), являет-
ся главной областью, где происходит переход микроорганизмов в
другие органы тела. В нормальном состоянии эпителиальные клет-
ки регенерируют, обновляя стенки кишечника; в начале средней
кишки создается перитрофическая мембрана, образующая сквоз-
ной канал, по которому проходит пища. Перистальтические
движения кишечника перемещают пищу по этому каналу к заднему
его концу, и в это время частицы пищи соприкасаются с эпители-
ем кишечника. Мембрана кишечника фильтрует и всасывает про-
дукты, образовавшиеся в результате пищеварения, препятствует
возникновению скоплений бактерий на стенках кишечника и из-
быточного накопления метаболитов. Заражение кишечного эпите-
лия, затрудняя регенерацию эпителия и образование перитрофи-
ческой мембраны, тем самым затрудняет резорбцию питательных
веществ и секрецию (выделение) пищеварительного сока. Инфек-
ционный материал (простейшие, вирусы, риккетсии и т. п.) из за-
раженных клеток при его удалении проходит между стенкой ки-
шечника и мембраной. Некоторые возбудители разрушают мус-
кульные ткани кишечника, тогда как его эпителий остается не-
поврежденным. В таких случаях прекращается перистальтика ки-
шечника. Метаболиты бактерий (и продукты нормальной дея-
тельности кишечника) накапливаются в определенной части ки-
шечника и оказывают токсическое воздействие на его эпителий.
Эпителий разрушается, от него отделяются отдельные клетки и в
результате образуются отверстия, открывающие бактериям доступ
в полость тела насекомого. Бактерии проникают в гемолимфу и в
клетки эпителия, вызывая сепсис и гибель особи.
Токсикозы насекомых, происходящие от введения токсинов типа
вырабатываемых В. thuringiensis или химических кишечных ядов,
или же при интоксикации организма вследствие недостатка кис-
лорода, также сопровождаются разрушением кишечного эпителия
и проникновением микроорганизмов в тело насекомого. Такое со-
стояние характеризуется также проникновением гемолимфы в по-
лость кишечника, что вызывает поносы с выделением липких жид-
ких экскрементов.
Поражение жирового тела отличается обычно длительным те-
чением болезни и проявляется лишь перед окукливанием, в про-
28
цессе окукливания или при формировании яичников у взрослых
особей.
У видов насекомых, формирование яичников которых происхо-
дит в фазе личинки или нимфы и патологическое действие инфек-
ции проявляется на этих фазах развития, ткань жирового тела
неодинаково повреждается различными инфекциями. При зараже-
нии вирусами образование полиэдров приводит к уничтожению
ядер клеток, хроматин распадается, превращаясь в неправильную,
сетчатую строму, но соотношение ядро—плазма сохраняется до
распада ядра. Затем следует распад всего жирового тела, для-
щийся несколько часов, распад кишечного эпителия, гусеница поги-
бает от септицемии, и в конечном итоге ее внутренние ткани пол-
ностью разжижаются. Такое течение болезни наблюдается при
заражении насекомых гранулезами и вирусными частицами, ли-
шенными оболочек. Риккетсии также заселяют жировое тело,
переходя из клетки в клетку, и прежде всего заполняют их цито-
плазму. Происходит распад оболочек клеток, хотя наиболее серьез-
ные повреждения получают ядра. После распада клеточных обо-
лочек образуется обширный «синцитий», заполненный риккетсиями,
ядра оттесняются массой риккетсий в стороны, возникшие от-
дельные псевдоцисты лопаются, а их содержимое переходит в ге-
молимфу.
Инфекционные бактерии не находят в жировом теле пригод-
ных условий для развития. При заражении простейшими в жиро-
вом теле насекомых происходят два процесса. Первый заключа-
ется в рассасывании уже образовавшихся белковых веществ, но
главным образом жировых запасов. Жировое тело становится по-
хожим на богатую плазмой соединительную ткань с одинаковыми
правильными клетками. Для этого явления было предложено наи-
менование —«плазматизация». Такое проявление болезни типично
при заражении насекомых схизогрегаринами или микроспоридия-
ми, но оно бывает также и при заражении вирусами и риккет-
сиями. Вслед за плазматизацией цитоплазма клеток заполняется
спорами простейшего, стенки клеток разрушаются и образуются
псевдоцисты или крупные настоящие цисты. В настоящих цистах
находится паразит, заключенный в оболочку, образовавшуюся в
итоге реакции между паразитом и хозяином и являющуюся созда-
нием одного из них. Псевдоцисты в отличие от настоящих цист
являются скоплением паразита в оболочке клетки, которую он
уничтожил. Nosema baetis образует гигантские зараженные клет-
ки, особенно в теле Ecdyonurus venostts, в то время как в других
насекомых антагонизм этого паразита и хозяина проявляется сла-
бее. Ядра в клетках и объем протоплазмы увеличиваются в не-
сколько раз из-за множества спор паразита. При заражении гойад
некоторыми возбудителями наблюдаются ненормальные митозы.
При заражении насекомых грибами при развитии патогенного
организма происходит растворение жирового тела и других тканей
протеолитическими ферментами, выделяемыми грибами. По это-
29
му признаку иногда можно определить, каким возбудителем зара-
жено насекомое—простейшим или низшими грибами (Coelomyci-
dium, Entomophtora, Myiophagus, Helices poridium и др.).
Мускульные ткани, нервная система и соединительные ткани
насекомых повреждаются возбудителями болезней аналогично то-
му, как это описано для кишечника и жирового тела. Происходит
разрушение отдельных клеток или постепенная дегенерация целых
участков тканей под влиянием паразита. Инфекция влияет на
функции тканей, а тем самым и на .организм в целом (реакция на
раздражение, прекращение двигательных реакций и т. п.), но
смерть хозяина наступает уже после распада кишечника.
Заражение мальпигиевых сосудов вызывают главным образом
простейшие или нематоды. Происходит нарушение секреторной
деятельности этих сосудов из-за уничтожения эпителия дистальной
их части. В результате нарушения деятельности мальпигиевых со-
судов накапливающиеся в теле насекомого ураты не удаляются и
подавляют весь обмен веществ в организме, вызывая тем самым
нарушение и даже прекращение нормальной деятельности всех
органов зараженной особи. Заражение проксимальной реабсорб-
ционной части сосудов затрудняет всасывание (реабсорбцию) во-
ды из секретов, в связи с чем вместо кристаллических выделяют-
ся жидкие или кашицеобразные экскреты и тело хозяина обедня-
ется водой. При заражении мальпигиевых сосудов обычна гипер-
трофия их проксимальной части, а при некоторых инфекциях да-
же образование мешкообразного тела, содержащего паразитсв.
Заражение слюнных желез затрудняет секрецию слюны, а за-
ражение прядильных желез нарушает выделение шелковых или
иных нитей. Пораженные прядильные железы производят слабые
нити, а позднее такие железы вообще не способны обеспечить об-
разование кокона. Возбудитель обычно находится на границе меж-
ду «постоянной» плазмой секреторной клетки и секреторной ва-
куолью, постепенно проникая в постоянную часть, в результате че-
го клетки утрачивают способность выполнять свойственные им
функции.
Заражение яичников происходит в большинстве в итоге общей
инфекции, когда уже заражены остальные, органы насекомого.
Особые изменения в организме в этих случаях могут происходить
лишь в период максимального развития болезни. Заражению (на-
пример, простейшими) подвержены только питательные клетки,
которые при этом дегенерируют. Вместе с ними дегенерируют и
клетки яичника, хотя в них и не происходит массового скопления
возбудителя. Инфекция может переноситься яйцами, в которых
лишь в слабой степени заражены питательные клетки и фоллику-
лы. Поражение некоторыми инфекциями не приводит к образова-
нию в яичниках видимых форм возбудителя (полиэдры в яд-
рах клеток не образуются), а инфекция переходит в яйцо в «диф-
фузном» состоянии в форме «провирусов» в хроматине яйце-
клетки.
30
Клетки гемолимфы заражаются теми же возбудителями, что и
остальные ткани тела насекомых. В ряде случаев при заражении
лимфоциты неспособны уничтожить клетки паразита, которые,
размножаясь в лимфоците хозяина, образуют в его цитоплазме
ложные цисты (псевдоцисты) спор (микроспоридий). Вирусные за-
болевания в определенной фазе развития разлагают лимфоциты
так же, как и клетки жирового тела; в ядре лимфоцита образует-
ся строма с полиэдрами, которая, постепенно распадаясь, выделя-
ет полиэдры в гемолимфу. Аналогичные изменения вызывают и
вирусы из родов Paillotella и Xerosia в лимфоцитах зараженных
насекомых. Под влиянием фагоцитных возбудителей происходит
образование агломерированных групп лимфоцитов и мегалоцитов,
в центре которых протекает процесс атрезии (заращивания) и
разрушения поглощенного паразита, сопровождающийся почерне-
нием его остатков. Гипертрофия лимфоцитов происходит лишь в
тех случаях, когда количество поглощенных паразитов превосходит
первоначальный объем плазмы. В тех случаях, когда в жировом
теле образуются увеличенные клетки, гипертрофии лимфоцитов не
происходит. В некоторых случаях, например, при заражении беля-
нок микроспоридиями и паразитом Apanteles glomeratus, из эноци-
тов развиваются тератоциты пузырчатой формы, содержащие боль-
шое количество спор.
В связи с тем что размеры насекомого невелики, в отдельных
системах органов его тела не протекают некоторые патологиче-
ские процессы, связанные с накоплением неорганических веществ,
отмиранием тканей, удаленных от очага болезни, и т. п. Поэтому
большинство терминов, применяемых в патологии человека, име-
ют здесь несколько иное значение, как это видно из следующего
краткого обзора.
Экссудация и инфильтрация. Экссудация происходит в тех
случаях, когда из кровеносных сосудов организма выделяются
белковые вещества и образуется церозная или загустевшая мас-
са, накапливающаяся в пораженных инфекцией тканях. У насе-
комых экссудация проявляется при токсикозах кишечника. Ин-
фильтрация тканей лимфоцитами — нормальное явление, сопро-
вождающее воспалительный процесс, однако у насекомых она
наблюдается лишь в исключительных случаях. Аналогичным явля-
ется проникновение разных стадий паразита в ткани тела насеко-
мых, как это можно наблюдать при заражении схизогрегаринами
или микроспоридиями.
Гипертрофия — увеличение органа или его части без сущест-
венного изменения тканевого состава. Число клеток не изменяется,
но увеличиваются их размеры. При гиперплазии орган увеличива-
ется за счет увеличения числа клеток, но его физиологические
функции не усиливаются. Оценивая развитие микроспоридий в
жировом теле насекомого, трудно решить, какой происходит про-
цесс, так как жировое тело является статическим, бездействую-
щим органом, функционирующим лишь на определенных этапах
31
развития организма, а в момент заражения жировое тело не вы-
полняет каких-либо определенных физиологических функций 1.
Несмотря на это, гипертрофия или гиперплазия жирового тела на-
секомого воздействуют на гормональную деятельность зараженной
особи и влияют на ход метаморфоза.
Атрофия — наоборот, уменьшение нормально развитого органа
или некоторых его частей. У насекомых чаще всего наблюдается
атрофия жирового тела. Этот процесс называют также плазма-
тизацией. Атрофия происходит также при заполнении органа
(мышцы, кишечного эпителия) различными стадиями развития
паразита, в результате чего орган теряет способность выполнять
свои функции. В тех случаях, когда происходят лишь отклонения
в метаболизме тканей, говорят о дегенерации, при которой в тка-
нях скапливаются продукты их обмена (метаболиты).
Некроз — местное отмирание тканей — обнаруживается на гис-
тологических препаратах прежде всего по изменениям окрашива-
ния тканей, прекращению митоза, изменению нормального распо-
ложения хроматина внутри ядер и грануляции цитоплазмы пора-
женных клеток. Характерной особенностью некроза у насекомых
является распад кишечного эпителия на разобщенные шаровидные
клетки (дезинтеграция эпителия), что является собственно анало-
гией с гангреной высших организмов.
Коагуляционный некроз проявляется в клетках кишечного эпи-
телия (грануляция плазмы и т. п.), а также в мышцах, где можно
обнаружить раздробление концов мышечных волокон. Некрозы,
связанные с лизисом тканей, типичны для вирусных заболеваний
насекомых (полиэдроз) и при заражении грибными возбудителя-
ми. Этот процесс протекает в две фазы.
Травма — повреждение, ранение, разрушение ткани грубым
вмешательством извне. В этих случаях на поверхности травмиро-
ванной части тела накапливается коагулят из гемолимфы и обра-
зуется регенерационная ткань.
Септицемия — состояние организма при очень сильном его за-
ражении бактериями, когда гемолимфа уже не может подавлять
размножение микроорганизмов, непрерывно проникающих в нее.
Бактериальные клетки паразита заполняют гемолимфу в такой
степени, что форменные элементы уже не в состоянии справить-
ся с наплывом бактерий. Кроме бактериальной септицемии (бак-
териемии), вызываемой бактериями, рассеянными в гемолимфе,
известны также мицетемия — заполнение лимфы мицелием или
другими стадиями грибов, виремия, риккетсемия и протозоемия.
Септицемии, вызываемые указанными возбудителями, возникают
на определенных стадиях развития болезни, когда переполненные
возбудителем клетки зараженных тканей разрываются и паразит
в массе переходит в полость тела хозяина.
1 Вейзер недооценивает постоянные функции жирового тела (экскреторную,
иммуногенную н др.). — Прим. ред.
32
ИММУНИТЕТ У НАСЕКОМЫХ
В разных главах этой книги уделено соответствующее внима-
ние вопросу иммунологических реакций насекомых против раз-
личных возбудителей. Здесь следует отметить прежде всего, что
давние опыты Метальникова, Пейо и других исследователей, изучав-
ших иммунитет насекомых, проведены на ошибочной основе. В них
применялось заражение насекомых микроорганизмами (главным
образом бактериями) путем инъекции возбудителя, в то время
как нормальным путем проникновения инфекции в насекомых яв-
ляется поглощение возбудителя с пищей. Сопоставляя заражение
насекомых путем введения в них возбудителей инъекцией и с кор-
мом, можно легко убедиться в том, что результаты будут совер-
шенно различны. Поэтому результаты прежних опытов следует
считать лишь теоретически полезными данными, которые могут
получить практическое применение только в тех случаях, когда
возбудитель болезни переносится от больной особи в здоровую пу-
тем укола яйцекладом перепончатокрылых паразитов. Анализ мно-
гих исследований показал, что изучение иммунологических свойств
насекомых проводилось практически лишь применительно к бак-
териям, а вопросы иммунитета насекомых по отношению ко всем
остальным группам возбудителей болезней остаются неизученны-
ми. Сложность этой проблемы усугубляется тем, что трудно хоро-
шо представить, как хозяин реагирует не только на возбудителя
в целом, но на отдельные стадии его развития от споры через схи-
зонты и гамонты и до новой споры, от провируса через формирую-
щиеся вирусные частицы и вновь к вирусным полиэдрам.
Врожденный, или естественный, иммунитет, каким он известен
у позвоночных, у насекомых представляет более сложное явление.
Специфичность насекомых-хозяев определенных возбудителей бо-
лезней заключается в том, что жизненная среда, которую пред-
ставляют собой многие хозяева микроорганизмов, не имеет всех
необходимых качеств. Помимо этого, свойства организма-хозяина,
необходимые для развития определенного возбудителя, если они
имеются, проявляются лишь в определенные периоды. Таким об-
разом, насекомые, которых можно легко заразить в первом воз-
расте, оказываются практически иммунными в 3—5-м возрасте.
Из факторов, которые влияют на эту восприимчивость или устой-
чивость, можно указать прежде всего размер особи. При опреде-
ленном количестве патогенного начала оно будет весьма различ-
ным относительно объема тела или кишечника для насекомых пер-
вого и последнего возраста. Неодинакова также скорость прохож-
дения пищи через пищеварительный тракт, например, у гусениц
первого и последнего возраста. В процессе роста насекомого уве-
личивается также объем его органов, утолщаются и уплотняются
пленки и хитиновые мембраны, увеличиваются в несколько раз
расстояния, которые должны преодолеть микроорганизмы после
прохода через стенку кишечника, а вновь проникающая инфекция
3 Я. Вейзер
33
встречает на своем пути лимфоциты. То что именно активные за-
щитные силы насекомого-хозяина способны уничтожать прони-
кающих в него паразитов, показывают опыты по изучению влия-
ния температуры на развитие возбудителей болезней. При опреде-
ленных температурах активность тканей хозяина выше активности
паразита и организм хозяина способен подавить паразита путем
фагоцитоза или удалив его из своего тела с выделениями. В то же
время при других температурных условиях паразит быстро раз-
множается и уничтожает своего хозяина. Устойчивость заражен-
ного организма зависит также от продолжительности цикла раз-
вития паразита и срока его пребывания в организме. При зараже-
нии личинки вирусной инфекцией в последнем возрасте болезнь
может не проявиться, но, если такая особь и выживет, вирус мо-
жет сохраниться в ней в форме латентной инфекции, которая про-
явится лишь в следующем поколении хозяина.
Большинство случаев появления устойчивых к заболеваниям
форм насекомых, какие известны у пчел по отношению к амери-
канскому гнильцу или у тутового шелкопряда по отношению к
пебрине, обязаны этим главным образом селекции, отбору таких
устойчивых к болезни форм, которые труднее заражаются возбу-
дителем и не обладают условиями для развития микроорганизма.
Иногда это объясняется индивидуальными особенностями отдель-
ных особей, способных к очень быстрой регенерации, и тем самым
способных быстро изгонять из своего тела инфекцию вместе с за-
раженными клетками. Кушнер (1962) установил, что содержащие-
ся в кишечнике насекомого растительные остатки могут выделять
соединения, обладающие антибиотическим действием, которые по-
давляют развитие энтомопатогенных микроорганизмов.
Клеточная защита насекомых состоит из нескольких типов
клеток гемолимфы, клеток перикардия и некоторых типов клеток
жирового тела. В гемолимфе чаще всего встречаются интенсивно
окрашивающиеся лимфоциты с большими ядрами и с густой мел-
козернистой плазмой. Помимо того, можно обнаружить лейкоциты
с относительно небольшим ядром, слабо окрашиваемой плазмой
и рядом вакуолей. Наконец здесь же имеются клетки с шаровид-
ными включениями. Из этих трех типов клеток только лейкоциты
и переходная стадия между лимфоцитами и лейкоцитами вклю-
чаются в фагоцитоз. Наоборот, клетки третьего типа в фагоцитозе
не участвуют, а их шарообразные включения белкового характера
отличаются от фагоцитированных полиэдров. Агломераты виру-
сов, содержащиеся внутри таких клеток, после обработки щелоча-
ми не окрашиваются.
Фагоцитоз представляется как процесс, при котором фагоцит-
ные клетки окружают и поглощают какое-либо определенное тель-
це и ликвидируют его содержимое поглощением или путем изо-
ляции со всех сторон. В тех случаях, когда имеется большой очаг
инфекционного начала, фагоциты образуют гигантские клетки и
капсулы, или же атакуют возбудителя антителами. По имеющим-
34
ся данным, у насекомых лишь в исключительно редких случаях
происходит уничтожение энтомопатогенных организмов лейкоци-
тами. Лейкоциты поглощают вирусы, риккетсии, бактерии, про-
стейших и грибы. Только в отношении первых трех групп
возбудителей можно говорить об уничтожении лейкоцитами по-
глощенных организмов. В отношении двух последних групп воз-
будителей лейкоциты или же лимфоциты служат лишь местом
временной изоляции паразитов, развитие которых (например, раз-
витие схизонтов вплоть до споруляции) продолжается. Количество
форменных элементов в гемолимфе насекомых колеблется в зави-
симости от вида от 200 до 270 000 в 1 мм3, но для конкретного
вида этот показатель постоянен. Очень важно обстоятельство, что
у насекомых лейкоциты, погибшие при фагоцитозе, не пополняют-
ся новыми, как у позвоночных животных, в связи с чем происхо-
дит постепенное сокращение числа лейкоцитов в теле зараженно-
го насекомого, что наблюдал, например, Криг на риккетсиях хру-
ща. Фагоцитоз происходит во время болезни в большинстве случа-
ев в два различных этапа. На первом этапе, когда патоген прони-
кает из кишечника (или через хитиновую кутикулу) в тело насе-
комого, происходит фагоцитоз, который предопределяет, сможет ли
инфекция и в каком объеме проникнуть в материнскую ткань и
обосноваться в пей. Фагоцитоз на этой стадии более успешен, так
как фагоциты атакуют вегетативные, незащищенные стадии пара-
зита.
После этого первого периода какие-либо атаки фагоцитов на
паразита прекращаются и, например, при заражении насекомых
схизогрегаринами или кокцидиями в гемолимфе можно обнару-
жить разные стадии развития возбудителя, которые заполняют
гемолимфу и не окружены лейкоцитами.
Второй период фагоцитоза — период прогрессирующей спору-
ляции возбудителя, при котором часто происходит разрыв стенок
пораженных клеток и паразит переходит в гемолимфу. В это вре-
мя вновь происходит фагоцитоз, но возбудитель обычно продолжа-
ет развитие, а лейкоциты становятся вторичными очагами размно-
жения паразита. Такой процесс обычен для микроспоридий, но на-
блюдается также и у полиэдренных вирусов.
Наряду с отдельными лимфоцитами (лейкоцитами) в опреде-
ленных случаях можно наблюдать «борьбу» с инфекцией целых
сгустков клеток. В этом случае лейкоциты соединяются в гигант-
ские клетки [22]. Каждая из таких гигантских клеток поглощает
несколько проникших в плазму особей возбудителя, и совместно
они изолируют большие группы клеток паразита, концентрируют
их в небольшом пространстве, а иногда можно наблюдать уничто-
жение целых групп особей возбудителя, почернение спор парази-
та, их деформацию и раздробление. Такие явления автор наблю-
дал при заражении насекомых микроспоридиями, они известны
также для схизогрегарин и кокцидий. Иногда гигантские клетки
окружают и изолируют целиком даже таких крупных паразитов,
3*
35
как нематода. При заражении насекомых грибом Beauveria bassi-
ana образуются плазмодии или узелки, особый тип гигантских
клеток, которые замыкают в себе паразита и стремятся его унич-
тожить. (Спир [29] наблюдал подобное явление у Sorosporella
uvella.)
Помимо лимфоцитов (лейкоцитов), определенную роль в фаго-
цитозе играют и эноциты, расположенные вдоль спинной части те-
ла, около сердца насекомого. Эноциты способны поглощать бак-
терии, а также простейших и риккетсии. Эти клетки обычно удер-
живаются на постоянном месте и отфильтровывают в себя посто-
ронние тела в кровяном потоке. Отдельные эноциты отдаляются
от пленок около сердечного сосуда и передвигаются в теле, как,
например, при переносе микроспоридий Nosema mesnili в тело
белянки наездником Apanteles glomeratus [12]. Эноциты могут уве-
личиваться, превращаясь в пузыревидные образования. Очень час-
то благодаря поглощению микроорганизмов эноциты деформиру-
ются, увеличиваются и внутри вакуолизируются до такой степени,
что бывает трудно установить их подлинное происхождение. При
фагоцитозе погибшие эноциты также не восполняются новыми
клетками, в связи с чем их запасы в организме длительное время
не восстанавливаются.
Жировое тело насекомых в значительной мере выполняет фа-
гоцитарные функции, хотя в нем и не обнаружено концентрации
фрагментов или остатков веществ, которые бы явственно отлича-
ли какие-то определенные клетки. У пилильщиков в жировом теле
имеются клетки, отличающиеся по строению, накапливающие не-
нужные продукты обмена веществ. У остальных групп насекомых
клетки жирового тела с четко выраженными фагоцитарными функ-
циями весьма трудно отличимы. Они лучше всего обнаружива-
ются при заражении насекомых микроспоридиями, когда первые
группы схизонтов в клетках в ряде случаев появляются в сетке раз-
бросанных в ткани инфицированных клеток. Иногда, однако, за-
ражены бывают клетки, которые прилегают к органу, из которого
паразит переходит в жировое тело. В последующем спорадическое
проникновение инфекции в жировое тело прекращается. Этот про-
цесс может протекать по-разному у разных видов.
У некоторых хищных сетчатокрылых происходит накопление
поглощенных веществ в цитоплазме кишечного эпителия. Это бы-
ло доказано нахождением ядерных полиэдров непарного шелко-
пряда в цитоплазме личинки златоглазки Chrysopa perla и Нете-
robius stigma.
Поглощенные личинками сетчатокрылых полиэдры проникают в
клетки кишечного эпителия и создают впечатление, что в данном
случае имеет место цитоплазменный полиэдроз, отличающий-
ся, однако, палочковидной формой вирусов от шарообразных ци-
топлазменных вирусов. Изучение фагоцитарных функций раз-
ных тканей на разных этапах развития болезни затруднено тем,
что насекомых можно исследовать лишь после их умерщвления,
36
после чего дальнейшие наблюдения за нормальным течением про-
цесса невозможны.
Гуморальный иммунитет. Вещества, растворимые в гемолимфе,
были исследованы прежде всего на бактериях. На основе обзора,
составленного Стефенс [34], можно говорить об агглютинации,
преципитации, реакции токсинов и антитоксинов, лизогенности и
связывании комплемента. Данные об агглютинации, приведенные
в работе Глезера (11], стремившегося доказать ее наличие у Mela-
noplus femur-rubrum, иммунизированного против Bacillus poncei
Glaser, противоречивы, так же как и наблюдение на пчелах по
Bacillus larvae. Стефенс (33] также не могла доказать наличие аг-
глютинации в гемолимфе насекомых.
Как Бриггс [5], так и Стефенс [33], исследовавшие ряд видов
насекомых, не могли доказать наличие" у них преципитатов. Ре-
акции токсинов и антитоксинов также не были подтверждены ис-
следованиями Метальникова [1923] и Бриггса [1958], хотя Шо-
рин [8] указывал на возможность иммунизации гусениц Galleria
melonella против токсина, выделяемого Corynebacterium diphthe-
riae. Не было также установлено действие опсонинов — веществ,
способствующих фагоцитозу бактерий у насекомых.
Из лизинов у насекомых были установлены бактериолизины.
Фрингс и др. [9] указали на наличие у Oncopeltus fasciatus анти-
бактериального вещества, высокоустойчивого к повышенным тем-
пературам. Бриггс [5] доказал, что путем вакцинации можно было
усилить действие подобных веществ у гусениц бабочек. Сте-
фенс [35] установила аналогичный случай у Galleria melonella,
когда она иммунизировала гусениц моли против Pseudomonas
aeruginosa. Гемолимфа была столь же эффективна как без лим-
фоцитов, так и с ними. Реакция была действительна только для
определенных штаммов Р. aeruginosa и лишь в период иммунитета
гусениц (от 18 часов до 3 дней после их вакцинации).
Инфекционный процесс и эпизоотология
болезней насекомых
Инфекционные болезни (или инвазионные, если они вызваны
нематодами) передаются от больной особи к здоровой в результа-
те переноса заразного начала. Чаще всего инфекция передается с
пищей, а иногда при непосредственных контактах (грибные болез-
ни), трансовариально или переносчиками. Переносчиками могут
быть как паразиты, которые при откладке яиц в тело больного хо-
зяина загрязняют яйцеклад небольшим количеством его заражен-
ной гемолимфы или жирового тела и передают эту инфекцию при
откладке яиц в тело последующих жертв, так и хищные насеко-
мые, которые, пожирая больных насекомых, освобождают устой-
чивые стадии возбудителей болезней, распространяющихся далее
с пищей.
37
Крайне важно, особенно при изучении заболеваний насекомых,
не сопровождающихся явными морфологическими изменениями
(бактериальные, вирусные болезни, риккетсии), для установления
подлинной инфекционности определенной болезни располагать до-
казательствами, что выделенный агент — действительно возбуди-
тель болезни. Большое число неправильных заключений о подлин-
ных причинах болезни побудило Роберта Коха сформулировать
следующие требования доказательства наличия инфекционного
агента — возбудителя болезни.
1. Микроорганизм должен присутствовать в каждом случае
исследуемой болезни.
2. Микроорганизм можно изолировать (выделить) в чистую
культуру.
3. Микроорганизм из чистой культуры при инокуляции здоро-
вых особей должен вызывать такую же болезнь.
4. Должно быть доказано наличие микроорганизма в подопыт-
ных животных, зараженных выделенным агентом.
Детальный анализ разных случаев показывает, что некоторые
пункты постулатов Коха необходимо уточнить применительно к
особенностям той или иной группы микроорганизмов, но в основе
они остаются обязательными и в отношении болезней насекомых.
ПРИЧИНЫ ПАТОГЕННОСТИ МИКРООРГАНИЗМОВ
Чтобы микроорганизм, проникший в тело хозяина, проявил се-
бя как патоген, он должен поражать организм хозяина, воздейст-
вуя на него химическим и механическим путем. Из химических
воздействий наименее агрессивны такие процессы, при которых
микроорганизм лишь отнимает у хозяина часть пищи и выделяет
продукты своего обмена — метаболиты, токсичные в определенных
количествах. Влияние метаболитов весьма отчетливо проявляется
у спорулирующих микробов при распаде спорангиев по оконча-
нии споруляции или у простейших при раскрытии цист. В этих
случаях из оболочек клеток сразу освобождаются все накоплен-
ные в них метаболиты.
Многие микроорганизмы (главным образом бактерии) выраба-
тывают систему токсинов, вызывающих заболевания насекомых.
Это эндотоксины, остающиеся внутри клетки бактерии, или экзо-
токсины, выделяемые в питательную среду. Классическим приме-
ром эндотоксинов является кристаллический токсин, откладываю-
щийся в клетках Bacillus thuringiensis. Токсин вызывает прекра-
щение кишечной перистальтики и распад кишечного эпителия.
Другие кристаллические или аморфные токсины вырабатываются
Bacillus popilliae и В. laterosporus и пр. Известно, что В. thuringi-
ensis выделяет также несколько других токсинов, устойчивых к ки-
пячению и повышенным температурам, но не специфичных для
насекомых-хозяев и в большинстве обладающих свойствами фер-
ментов. Так, например, у этой бактерии были обнаружены леци-
38
тиназы, протеазы и есть основания предполагать наличие других
ферментов. В последнее время обнаружен экзотоксин и у Pseudo-
monas aeruginosa [18].
Для других микроорганизмов наличия токсинов не установлено.
Из Nosema baetis выделено вещество, вызывающее гипер-
трофию жировых клеток. Можно предполагать, что некоторые
плесневые грибы вырабатывают ферменты, растворяющие ткани
насекомого-хозяина. В связи с этим следует вспомнить о протеа-
зах некоторых энтомофторовых и хитридиевых грибов. В отноше-
нии белка полиэдров вирусов данных не имеется, но растворение
полиэдров в кишечнике насекомых не вызывает интоксикации. Нет
таких данных и о возможной токсичности риккетсий и большин-
ства простейших.
Механические повреждения сочетаются с химическими в тех
случаях, когда происходит лизис тканей зараженного органа
(мышц, нервов, желез) и места их распада заполняются разными
стадиями развития паразита. При дальнейшем росте проявляется
давление массы паразита на другие ткани хозяина, нарушаются
структура тканей и их функции, происходят разрывы и деформа-
ция тканей и т. п. Степень всех этих разрушительных воздействий
паразита зависит от его вирулентности, которая усиливает или
ослабляет его свойства.
Вирулентность микроорганизмов в основном означает способ-
ность энтомопатогенного организма вызывать у хозяина прогрес-
сирующие болезненные изменения и его смерть.
Явление, обратное вирулентности микроорганизмов,— устойчи-
вость организма хозяина или, наоборот, его ослабление и сенси-
билизация. В ослабленном хозяине даже малоэффективные микро-
организмы вирулентны и вызывают быстрое развитие болезни.
Вирулентность патогенного организма изменяется — она ослабля-
ется на устойчивом хозяине и усиливается на восприимчивом, на
разных хозяевах происходит отбор, и из ряда возникших форм
паразита выживают и закрепляются те, которые способны разви-
ваться на данном хозяине. Если такого возбудителя перенести на
другого, нового хозяина, представляющего собой иной пищевой
субстрат, большинство отобранных на первом хозяине свойств па-
разита препятствует его развитию в новом хозяине, и тогда из вы-
живших п новом хозяине микроорганизмов, вновь отбираются
формы возбудителя, способные развиваться в этом новом хозяине.
Таким образом, в подобных случаях из определенного количества
спор возбудителя в новом хозяине прорастает лишь некоторая
часть. Это означает, что количество инфекции как бы уменьшено
в какое-то число раз по сравнению с первоначальным.
Вирулентность микроорганизма слагается из ряда его свойств,
каждое из которых может влиять на организм хозяина независимо
от других- К числу таких свойств относятся быстрота приспособ-
ления к организму хозяина; скорость роста при определенных тем-
пературах; устойчивость возбудителя к особому режиму темпера-
39
тур и влажности среды, где он применен. Степень вирулентности
микроорганизма характеризует, с одной стороны, его специфич-
ность к определенному хозяину, с другой—его неизбирательность;
с одной стороны, массовое размножение возбудителя без смертно-
сти хозяина, с другой — массовая смертность хозяина при миюн
мальном размножении возбудителя. Оценка вирулентности микро-
организмов должна производиться по многим аспектам, опреде-
ляемым самим исследователем. Свойства микроорганизма, которые
связаны с его вирулентностью, можно усиливать целенаправ-
ленно. Быстроту течения болезни можно усиливать путем селек-
ции, отбирая и пассируя наиболее быстро развившиеся особи воз-
будителя. Смирнов [28] таким методом отбора достиг существен-
ного повышения вирулентности вируса возбудителя болезней
некоторых пилильщиков. Селекцией возбудителя путем пассажа
через определенного хозяина можно выделить штаммы, особенно
хорошо приспособленные к этому хозяину. Такой метод селекции
применим ко всем типам возбудителей болезней насекомых. Раз-
множая возбудителя на разных сменяемых хозяевах, можно до-
биться образования поливалентных штаммов с широким видовым
спектром действия. Селекцию на устойчивость к высоким или низ-
ким температурам можно проводить путем отбора выживших осо-
бей возбудителя при таких соответственно повышенных или пони-
женных температурах. Обычно усиление тех или иных вирулентных
свойств микроорганизма достигается после 8—10 пассажей, пото-
му что тогда свойства штамма стабилизируются.
Для ослабления вирулентности патогенного микроорганизма
применяют метод его выращивания на обедненных, мало пригод-
ных для него средах, воздействие теплом или холодом, подвергая
высушиванию или инактивации химическими соединениями (фор-
малином, спиртами, фенолом и т. п.).
Ослабление устойчивости хозяина к микроорганизмам проис-
ходит под влиянием неблагоприятных условий жизни, высоких или
низких температур, непригодного корма, от воздействия химиче-
ских веществ, в том числе инсектицидов, в результате облучения
и т. п. Следует иметь в виду, что если ослабление организма хо-
зяина голоданием благоприятно для развития патогенных бакте-
рий, простейших и грибов, то развитие вирусных инфекций, наобо-
рот, тормозится при ослаблении интенсивности обмена веществ
в тканях хозяина. Особи насекомых, обеспеченные хорошим пита-
нием,— особо благоприятный объект для развития в них вирусных
болезней.
Количественную оценку вирулентности микроорганизмов мож-
но выразить дозой инфекции (LDS0, LT50, LD95, LT95) и другими
показателями. Инфекционная, или пороговая, доза — это такоеко-
личество микроорганизмов, которое способно вызвать заражение.
Эта доза выражается количеством клеток возбудителя на одну
особь хозяина в определенной возрастной стадии или же массой
инфицирующего вещества на единицу веса хозяина. Дозы LD50
40
и LD95 показывают, какое количество возбудителя за определен-
ное время вызывает гибель 50% или соответственно 95% особей
хозяина в определенной стадии его развития. Показатель LDioo
в практике исследований не применяется вследствие трудности его
интерполяции. Показатели LT50 и LT9S указывают время от зара-
жения подопытных насекомых до гибели 50%' или 95% особей при
одной и той же дозе инфекции. Способ заражения подопытных на-
секомых имеет важное значение и не должен отличаться от естест-
венного пути заражения. Патогенность биологических материалов,
вводимых в тело насекомых путем инъекций, в большинстве случа-
ев более высока, нежели при их применении путем скармливания.
Методом инъекций, например, можно определять степень виру-
лентности одного вируса по отношению к другому, но эти дан-
ные не дают основания судить об эффективности возбудителей
при их пероральном применении. У возбудителей бактериального
происхождения большинство выделенных штаммов патогенны при
введении их методом инъекций, и, наоборот, при введении их с пи-
щей они лишь в исключительных случаях приводят к заражению
и смерти насекомых.
эпизоотология болезней насекомых
Для оценки значимости болезни определенного вида насекомо-
го недостаточно только диагноза заболевания по полученным с
мест экземплярам насекомых. Хотя получаемый с мест мертвый
материал и до настоящего времени был наиболее важной формой
информации, позволяющей судить о появлении и распространении
болезней насекомых, необходимо при разработке методов воз-
можного использования тех или других возбудителей против опре-
деленных видов или групп вредителей серьезно изучать процессы
развития и распространения болезни в популяциях насекомых.
Под популяцией определенного вида насекомого понимается сово-
купность всех особей данного вида, обитающих в данное время на
определенной территории в определенном биотопе. Часто популя-
ция состоит из особей одного возраста, так как их развитие опре-
деляется общими климатическими факторами и все особи весной
выходят из зимовки обычно в одной и той же фазе развития. Если
собрать в разных биотопах определенное количество особей насе-
комых одного и того же вида и их исследовать, можно установить,
что в одном случае окажется заражено какой-либо болезнью 5%
особей, в другом случае — 50%, в третьем — 0,03% и т. п. Однако,
изучая развитие болезни в процессе увеличения численности по-
пуляции, в период массового размножения вида, которое приводит
к ненормальному перенаселению, массовому и полному объеданию
кормовых растений и нарушению природного равновесия, можно
установить, что в самом начале этого процесса и в период его на-
растания больные особи в популяции почти отсутствуют, а болезнь
в сильной степени проявляется в конце массового размножения
41
вида, и в большинстве случаев она бывает фактором, прекратив-
шим этот процесс массового размножения (градации).
Если анализ отобранных в природе образцов какого-либо вида
насекомого показывает, что болезнь встречается в исключительно
редких случаях (например, 0,03%) и распространена без связи с
определенными местными условиями, то такое распространение и
развитие болезни принято называть спорадическим. В тех случаях,
когда болезнь распространена относительно слабо (например,
5%), но ее наличие в данной популяции постоянно и степень раз-
вития более или менее неизменна, такое состояние называют энзо-
отией. Наконец, с развитием градации, т. е. процесса массового раз-
множения насекомого, может произойти вспышка, быстрое мас-
совое распространение болезни в популяции или эпизоотия, зати-
хающая обычно после того, как почти все особи, составляющие
популяцию, будут заражены и погибнут.
Эти три типа развития болезни различаются по степени рас-
пространения, быстроте развития болезни и степени вызываемой
ими смертности.
Степень развития болезни («morbiditas») определяется процен-
том заболевших насекомых, т. е. отношением числа больных
насекомых к общему их числу. (Процент больных особей определя-
ется для какой-либо определенной стадии развития. Нельзя уста-
навливать степень развития болезни по соотношению числа боль-
ных гусениц к общему числу гусениц, куколок и имаго, вместе взя-
тых.) Показатель смертности выражается отношением погибших
особей к их общему числу, т. е. процентом погибших насекомых.
В некоторых случаях летальность болезни выражается отношени-
ем числа погибших особей не к общему числу, а к числу заражен-
ных особей.
В патологии насекомых вместо термина «morbiditas» (степень
развития болезни) часто употребляют термин «частота встречае-
мости», который по смыслу аналогичен термину «incidence», при-
меняемому в английской литературе.
При изучении эпизоотий совершенно необходимо исследовать
всю популяцию путем анализа непрерывной серии достаточно мно-
гих образцов с числом особей, достаточным для получения точных
статистически достоверных данных о развитии болезни. Так, на-
пример, если в исследованном образце содержалось всего 20 осо-
бей, точность показателя не будет превышать 5%; лишь при числе
особей в образце более 100 показатель развития болезни может
быть выражен с точностью до десятых процента. Многочислен-
ность популяций, присущая насекомым, позволяет без особого тру-
да и без опасения нарушить состояние популяции, отбирать для
исследования многие серии образцов. Вместе с тем всегда необхо-
димо руководствоваться правилом, чтобы общая численность осо-
бей в образцах, отбираемых для исследования, не превышала 10%
численности всей изучаемой популяции. В ином случае состояние
популяции может быть нарушено и ее дальнейшее изучение не
42
даст точных и достоверных результатов. Развитие инфекционных
болезней насекомых зависит от .плотности популяции, от возмож-
ности передачи инфекции при контактах больных и здоровых осо-
бей, от частоты таких контактов, от степени заражения среды ин-
фекционным началом в экскрементах и т. п. Как только плотность
популяции будет изменена изъятием из нее части особей (в образ-
цах), изменяются и условия, способствующие распространению,
передаче инфекции от больных особей к здоровым, и результаты
исследования могут быть искажены. Для оценки роли и значения
определенной болезни в развитии популяции необходимо исследо-
вать развитие болезни в каждом возрасте и в каждой фазе раз-
вития данного вида. В двух последних возрастах гусениц (личи-
нок) следует определять развитие болезни дважды — после пред-
последней линьки и затем в конце последнего личиночного возра-
ста — перед окукливанием.
Необходимо также иметь в виду, что независимо от хода раз-
вития эпизоотии в популяции существует и естественная смерт-
ность под влиянием самых различных факторов, воздействующих
в течение всего цикла развития поколения. Роль ее заключается
в регулировании динамики численности путем снижения числен-
ности популяции с максимума в конце одного сезона до исходного
уровня к началу следующего сезона. Для некоторых представите-
лей семейств Mermithidae и Gordiidae в итоге естественной смерт-
ности численность популяции уменьшается к началу следующего
сезона в 500—5000 раз. Совершенно очевидно, что среди многих
факторов, обусловливающих естественную смертность паразитов,
известную роль играют и болезни насекомых.
Развитие всякой эпизоотии зависит от трех главных факторов:
возбудителя болезни, насекомого-хозяина и путей передачи ин-
фекции.
1. Возбудитель болезни. Значение этого фактора проявляется
в целом ряде свойств, которые обсуждались выше,— вирулент-
ность, изменчивость и приспосабливаемость к данному хозяину.
Большое значение имеет устойчивость покоящихся стадий возбу-
дителя к неблагоприятным воздействиям внешней среды. Так, на-
пример, некоторые хитридии и их зооспоры сохраняют жизнеспо-
собность всего несколько часов, в то же время споры Deuteromyce-
tes могут сохраняться несколько месяцев, споры простейших—бо-
лее года, а споры бактерий — даже более 10 лет. Подобной устойчи-
востью обладают и полиэдры вирусов, в то время как свободные
вирусные палочки погибают уже в течение нескольких десятков
минут. Следующими факторами, влияющими на патогенные свойства
возбудителя, являются его устойчивость к ультрафиолетовым лу-
чам, жаркой сухой погоде, легкость разнесения (легкая отдели-
мость от субстрата, небольшой удельный вес, парение); длитель-
ность развития болезни и периода от заражения до образования
первых покоящихся стадий. Серьезное значение имеет специфич-
ность болезни для определенного вида или ограниченного числа
43
видов хозяев. Чем обширнее круг видов хозяев возбудителя, тем
больше вероятность его переноса и сохранения в биотопе. С другой
стороны, неспецифичность возбудителя приводит к большей рас-
пыленности инфекции, рассредоточению инфекционного начала вне
мест развития главного хозяина.
2. Хозяин. Вирулентности паразита противостоит устойчивость
организма хозяина, которая, в свою очередь, может быть ослабле-
на физическими и химическими факторами. Хозяин распространен
в биотопе не равномерно, а обычно концентрируется в отдельных
местах, где имеются особо благоприятные жизненные условия —
защита от неблагоприятных воздействий, наличие корма и т. п.
В таких оптимальных очагах отдельные особи насекомых выжива-
ют даже в тех случаях, когда в биотопе в целом происходит мас-
совая гибель особей, которые из-за перенаселенности занимали
менее благоприятные места, где они лишены защиты от естествен-
ных врагов, неблагоприятной погоды и т. п. В таких оптимальных
микроучастках (их называют нишами) собираются насекомые оп-
ределенного вида при неблагоприятной погоде или спасаясь от
хищников и паразитов. В этих нишах возникают также и очаги
болезней насекомых, в связи с тем что оптимальные условия в ни-
шах привлекают в них все новых и новых здоровых особей, как
только погибнут зараженные. Так, например, в течение ряда лет
в одних и тех же изолированных от основного русла реки бочагах
в одно и то же время года при почти одинаковом уровне воды
можно обнаружить личинок комаров, зараженных микроспоридия-
ми. С подъемом общего уровня воды в реке при разливе по окре-
стностям такие бочаги сливаются с общим потоком и перестают
посещаться комарами и быть очагами инфекции, потому что в но-
вых условиях большинство личинок комаров почти не имеет кон-
такта со спорами возбудителя.
Аналогичным образом возникают очаги болезней разных видов
бабочек (Choristoneura murinana, Operophthera brumata, Carpocap-
sa pomonella) в местах, где условия для развития насекомых опти-
мальны и, следовательно, в неблагоприятные годы хотя бы прием-
лемы. В очагах болезней инфекция сохраняется до начала нового
массового размножения популяции и все пространство вокруг оча-
гов болезней не заселяется незараженными особями. Затем вновь
происходит распространение болезни — передача инфекции от
больных особей здоровым, интенсивность развития болезни возра-
стает, переходя в эпизоотию, приводящую через определенное вре-
мя к гибели значительной части особей популяции. В разрежен-
ной популяции условия для контактов особей ухудшаются, вспыш-
ки болезни затухают и уцелевшие немногочисленные особи посте-
пенно с больших площадей концентрируются в ограниченных по
размерам нишах.
Помимо основных, первичных хозяев, в биоценозе присутству-
ют также и случайные, вторичные хозяева, на которых может па-
разитировать данный возбудитель болезни. Однако в популяциях
44
таких случайных хозяев болезнь долго не удерживается и исчеза*
ет потому, что трупы погибших от болезни особей попадают в дру-
гой ярус растительности биоценоза, и тем самым источники инфек-
ции удаляются. Сравнивая вирулентность возбудителя на разных
хозяевах, можно видеть, что в ряде случаев некоторые болезни,
вызывающие массовую гибель одного хозяина, приводят к отно-
сительно сильному заражению в популяции другого хозяина, хро-
ническим инфекциям третьего и совсем не заражают многих дру-
гих насекомых.
Теоретически каждый возбудитель болезни имеет своего хозяи-
на, в котором он вызывает скоротечную болезнь с высокой смерт-
ностью, и такая болезнь могла бы исчезнуть лишь в том случае,
если бы за короткое время погибали все восприимчивые особи, а
оставшись без пищи, погиб бы и сам возбудитель. Другие хозяева
менее пригодны для развития возбудителя, болезнь развивается
в них медленнее, и процент смертности ниже. Подлинными посто-
янными носителями инфекции являются те хозяева, у которых бо-
лезнь носит хронический характер или же передается потомству
через ряд стадий развития, в особенности трансовариально. В за-
висимости от того, какие хозяева представлены в биотопе, обра-
зуются очаги инфекции — постоянные или временные, стабильные
или расширяющиеся по площади. Могут встречаться также очаги,
характеризующиеся теми или иными типами инфекции: с типич-
ными острыми инфекциями, с нетипичными формами болезни на
случайных вторичных хозяевах, с летальными или латентными ин-
фекциями и со здоровыми носителями инфекции (например, хищ-
ные насекомые, другие членистоногие и даже позвоночные), кото-
рые разносят инфекцию, сохраняющуюся в их кишечнике, где по-
лиэдры вирусов, споры простейших и грибов не погибают. Помимо
того, в очагах инфекции могут обитать незараженные невосприим-
чивые и восприимчивые особи.
В ряде случаев при интродукции новых видов насекомых в оп-
ределенные биоценозы происходит перенос местных инфекций на
нового хозяина, который ранее никогда не соприкасался с подоб-
ной инфекцией, существовавшей в этом месте в течение многих
лет. Примером может служить американская белая бабочка (Ну-
phantria сипеа), завезенная в Европу, где она постепенно стала
заражаться микроспоридиями (по-видимому, от златоглазки и
кольчатого шелкопряда), вирусами (от боярышницы, различных
плодожорок и листоверток), бактериальными и грибными болез-
нями и нематодами. Подобные явления наблюдаются и в отноше-
нии естественных очагов болезней человека.
3. Пути передачи инфекции. Главными источниками зараже-
ния служит передача инфекции от больных насекомых здоровым
при непосредственном контакте, а также с зараженной пищей, т. е.
перорально. Этот способ перезаражения установлен для всех типов
болезней насекомых: но наряду с этим встречаются и другие спе-
цифические пути передачи инфекции, как, например, передача бо-
45
лезни потомству в результате загрязнения поверхности яйца, пе-
редача трансовариальным путем, когда вирус или простейший ор-
ганизм проникают внутрь яйца еще в теле самки и развиваются
в нем одновременно с развитием зародыша. Передача грибных,
бактериальных болезней и риккетсий таким путем не происходит.
У некоторых групп насекомых довольно часто инфекция перено-
сится при уколе яйцекладом паразитических насекомых. Класси-
ческие примеры такой передачи инфекции известны для простей-
ших, вирусов, бактерий и риккетсий. Передача грибных болезней
яйцекладом паразитов мало вероятна, однако эти болезни легко
передаются при простом прикосновении насекомых, т. е. путем, ко-
торый неосуществим для некоторых других возбудителей болезни.
Паразитические нематоды активно мигрируют и самостоятельно
внедряются в тело хозяина.
Расширение очагов болезней в природе соответствует раз-
личным способам передачи инфекции от больных насекомых здо-
ровым. При распространении ветром, например, грибных инфек-
ций образуются очаги инфекции удлиненной формы, с длинной
осью в направлении преобладающих ветров. Аналогичной формы
очаги образуются вдоль водных потоков в случаях, когда эти ин-
фекции распространяются с водой. Очаги полиэдроза непарного
шелкопряда в Крыму, по сообщению Чугунина, совпадают с вол-
нами массового размножения вредителя, которые идут от первич-
ных очагов по направлению господствующих ветров. Возбудители
болезней насекомых, обитающих в водной среде, распространяют-
ся с водными потоками. Микроспоридии, паразитирующие на вод-
ных насекомых, имеют специальные приспособления, позволяющие
им всплывать и удерживаться на поверхности воды (слизистые
оболочки на поверхности спор и панспоробластов, выросты — кау-
дальные придатки или шипики на поверхности панспоробластов).
Наличие подобных приспособлений позволяет возбудителям
дольше удерживаться на поверхности воды и повышает вероят-
ность их захвата фильтрационными органами насекомых-хозяев.
Инфекции, имеющиеся в верховье водной системы, можно обнару-
жить повсюду ниже места их первоначального обнаружения. При
занесении новой болезни в какую-либо водную систему можно на-
блюдать, что эта болезнь распространяется прежде всего вниз по
течению и лишь затем начинает медленно распространяться про-
тив течения реки и проникать в ее притоки.
Для некоторых возбудителей болезни затухание видимого про-
цесса развития, сопровождающегося высыханием и длительным
переживанием определенных стадий паразита, является необходи-
мой предпосылкой для дальнейшего развития болезни. Это уста-
новлено для зооспор гриба рода Coelomomyces, для некоторых эн-
томофторовых грибов (Tarichium) и некоторых микроспоридий
(Thelohania opacita, Т. legeri).
Другие болезни, наоборот, требуют постоянного переноса воз-
будителя активным переносчиком от одного организма к другому
46
(неспорулирующие бактерии, риккетсии, некоторые грибы и про-
стейшие). Освобождение таких инфекций из тканей тела хозяина
осуществляется разными хищниками — жуками, муравьями, кле-
щами, рыбами и птицами.
Распространение болезни из очагов происходит волнами, цент-
ром которых является центр первичного очага инфекции. Волна
болезни возникает таким образом: особи, находящиеся в центре
очага, погибают и заражают насекомых, находящихся вокруг оча-
га. В процессе последующего перезаражения область соприкосно-
вения больных насекомых со здоровыми неуклонно возрастает и
зона болезни расширяется, отдельные небольшие ее очаги слива-
ются, образуя общий неправильной формы фронт. В то же время
в центре очага уцелевшие особи дают начало здоровой, свободной
от болезни популяции, особи которой распространяются вслед за
волной инфекции.
С течением времени бывший очаг болезни заселяется, возра-
стает вероятность контактов здоровой части популяции с остат-
ками инфекции и вновь возникает волна болезни, распространяю-
щаяся из центра к периферии.
Вспышки массового размножения насекомых (градации) явля-
ются циклами, связанными с массовыми эпизоотиями данного ви-
да. Вспышки массового размножения насекомых в природе имеют
определенную последовательность и повторяются через определен-
ные периоды времени. Нарастание численности популяции вида
начинается с того периода, когда благоприятные погодные усло-
вия не вызывали сокращения численности популяции до уровня, на-
блюдаемого после гибели большинства особей от морозов, дож-
дей, засухи и т. п. В результате происходит интенсивное размно-
жение вида, обусловленное повышенной плодовитостью самок, вы-
сокой выживаемостью отрождающихся личинок и повышенной
жизнеспособностью всей популяции, что приводит к ее быстрому
расселению из небольших первичных очагов на большие площади
и в новые стации.
У некоторых видов (например, у монашенки, непарного шел-
копряда, Neodiprion sertifer, Cephalcia abietis, свекловичного дол-
гоносика- и других) этот рост массового размножения продолжа-
ется несколько лет, причем в течение 2—3 лет не наблюдается
поражений популяции какими-либо болезнями. Размножившиеся
в огромных количествах гусеницы полностью объедают деревья,
кустарники и другие растения, многие из гусениц погибают от не-
достатка пищи, однако в этот период еще невозможно найти хо-
тя бы одну гусеницу, больную полиэдрозом, микозом или микро-
споридиозом. На третий год начинают появляться болезни и па-
разиты, но процент гибели насекомых популяции еще не столь
значителен. На четвертый- или пятый год обычно достигается не
только максимум массового размножения, но и начинается массо-
вая гибель насекомых. Полиэдроз монашенки или непарного шел-
копряда в этот период достигает такого развития, что вытекающая
47
из погибших гусениц жидкость капает буквально как белый
дождь. Практически в это время бывает заражено около 100%
гусениц. В одном из подобных случаев гусеницы монашенки пер-
вого возраста были заражены на 3—4%, а к четвертому возрасту
заражение достигло 100%, и на многих сотнях гектаров леса не-
возможно было найти ни одной здоровой гусеницы. На следую-
щий или в тот же год происходит резкий перелом в численности
вредителей. Они полностью исчезают в зараженной местности, и в
течение ближайших 2—3 лет в ней нельзя обнаружить не только
самих вредителей, но даже следов их деятельности. В последую-
щий период численность вредителя минимальна, составляя так
называемый минимальный резерв. После ряда лет вновь начина-
ется период, предшествующий массовому размножению («вспыш-
ке»), с интенсивным размножением насекомых на отдельных ог-
раниченных площадях, затем быстрый рост градации на обширной
территории до максимума, а затем вновь резкий спад численности
популяций насекомых, когда почти все 100% оставшихся особей
бывает поражено болезнями или паразитами. Вспышки массового
размножения непарного шелкопряда повторяются через 10—
13 лет, у других видов через более короткие промежутки времени.
Некоторые виды, как, например, Choristoneura murinana, имеют
неравные по срокам циклы массового размножения: в одной об-
ласти период роста градации длится 5, 7 и до 10 лет, после чего
наступает резкий спад, в то время как в других местностях период
роста продолжается всего 3—4 года.
Поиски, выявление и обработка больных насекомых
и определение возбудителей болезней
Зараженных насекомых следует искать прежде всего в мес-
тах, где наблюдается их высокая смертность. В иных условиях,
т. е. там, где не отмечено явной эпизоотии, больных насекомых
можно обнаружить путем тщательного просмотра значительного
числа особей в популяции. Массовая гибель насекомых в популя-
циях бывает настолько заметна, что местные работники собирают
образцы больных насекомых и отсылают их на анализ в лабора-
тории. В ряде случаев болезнь проявляется при искусственном
разведении насекомых для каких-либо опытов, когда наблюдается
их массовая гибель или же в процессе опыта выявляется неодина-
ковая устойчивость особей одного вида. Иногда с целью обнару-
жения возбудителя болезни и последующего его использования для
борьбы с каким-либо вредителем необходимо анализировать боль-
шие серии особей этого вредителя из самых различных мест оби-
тания. В некоторых случаях на основе анализа степени поражения
популяции вредителя болезнью можно сделать прогноз его даль-
нейшего размножения и в соответствии с этим прогнозом уточ-
нить необходимость химических и других мероприятий по борьбе.
48
Бо всех этих случаях применяют различные методы обработки со-
бранного для анализа материала.
Хотя при массовой гибели насекомых и можно получить боль-
шое количество материала, но часто все насекомые в образцах
бывают уже мертвыми, высохшими или претерпевшими иные из-
менения. В этих случаях необходимо собирать по возможности раз-
ные образцы, отбирая последних оставшихся живыми насекомых
и немедленно фиксируя часть из них. Мертвых насекомых следу-
ет сохранять в сухом виде в пробирках, закрытых ватными проб-
ками, снабдив их этикетками с указанием происхождения мате-
риала. Одновременно необходимо выяснить и записать все данные
о частоте встречаемости болезни в зараженной популяции, виде
вредителя, его возрасте, особенностях проявления болезни и т. п.
Для обнаружения больных насекомых в популяциях, где не
наблюдается видимой эпизоотии, отбирают для анализа образцы
по 50—200 насекомых, которые вместе с кормовым растением пе-
реносят в лабораторию. Осмотр насекомых и наблюдения за ними
производят сразу же и затем в процессе их дальнейшего воспита-
ния в садках. Для установления наличия инфекции в теле боль-
шинства видов насекомых их необходимо препарировать. Для это-
го насекомое кладут на спину на кусок резиновой ленты или слой
воска в чашке Петри, укрепляют булавками и заливают физиоло-
гическим раствором. После этого глазными ножницами с изогну-
тыми кончиками разрезают по линии дыхалец хитиновый покров
сегментов брюшка вдоль обеих его сторон и удаляют отрезанные
части сегментов. Затем из открывшейся части полости тела препа-
ровальными иглами последовательно отпрепарировывают кишеч-
ный тракт, мальпигиевы сосуды, слюнные железы, участки жиро-
вого тела, гиподермы мышцы и гонады и внимательно просматри-
вают их для обнаружения изменений формы органов, побелевших
мест, видимых глазом цист и инфильтрата паразита. Каждый из
отпрепарированных органов помещают на предметное стекло, по-
крывают и раздавливают покровным стеклом и просматривают
под микроскопом для выявления тех или иных стадий развития
возбудителей болезней. Паразитических нематод легко обнару-
жить, просматривая отпрепарированные органы под лупой, где
подвижные особи нематод хорошо видны. При наличии хороших
навыков в препарировании и знакомства с анатомией и микроскопи-
ческой структурой различных тканей тела насекомых для предва-
рительного диагноза могут применяться и менее сложные методы
анализа.
У слабохитинизированных насекомых скальпелем отрезают го-
лову и конец брюшка, затем иглой или стеклянной палочкой вы-
давливают содержимое тела на предметное стекло, закрывают
покровным стеклом и просматривают под микроскопом. Анатоми-
рование отдельных органов возможно и у насекомых размером
2—3 мм (короеды), однако оно требует навыка и времени. В по-
добных случаях насекомое раздавливают скальпелем в небольшой
4 Я. ВеЙзер
49
капле воды и просматривают раздавленные ткани под микроско-
пом. Если такой просмотр 20 отдельных мелких насекомых не дал
результатов, следует раздавить в капле воды 5—10 особей и еще
раз проверить под микроскопом, нет ли в их раздавленных орга-
нах каких-либо возбудителей болезней. Если при этом будут обна-
ружены возбудители, то необходимо вновь начать просмотр от-
дельных насекомых, пока не будут обнаружены зараженные осо-
би. При поисках инфекции, если не ставится задача получить дан-
ные о масштабах болезни в популяции, исследовать следует преж-
де всего личинок последних возрастов (главным образом перед
окукливанием), просматривая тех из них, которые еще не окукли-
лись, отстали в росте, вялые или по внешнему виду отличаются
от остальных. Если при исследовании одной популяции не уда-
лось обнаружить инфекцию, необходимо собрать насекомых этого
вида из самых разных мест их обитания и поместить в один об-
щий садок. Если среди таких насекомых окажется хотя бы одно
больное, инфекция будет передана другим особям, и из них можно
будет изолировать возбудителя.
При наличии в распоряжении исследователя незараженных на-
секомых того же вида, но в более молодом возрасте следует по-
пытаться заразить их искусственно выделенным возбудителем и
получить таким путем лабораторную культуру для дальнейшего
изучения всех особенностей этого патогенного организма. Имея
несколько экземпляров зараженных насекомых, нужно стремить-
ся к максимально полной обработке такого материала. При на-
личии лишь одного зараженного или мертвого насекомого следует
провести только приближенный диагноз и попытаться выделить
возбудителя в культуру.
СБОР И ПЕРЕСЫЛКА МАТЕРИАЛА
Материал, собираемый в природе, следует помещать в пробир-
ки или небольшие широкогорлые склянки с полиэтиленовыми
пробками или же в полиэтиленовые флаконы с завинчивающейся
пробкой. Относительно большие количества насекомых собирают
в полиэтиленовые мешочки или банки, куда следует поместить
также небольшое количество кормового растения. Некоторые об-
разцы мертвых насекомых удобно помещать в склянки, закрытые
корковой пробкой или полиэтиленовой пленкой с резинкой. Невы-
сохших, «мокрых» мертвых насекомых лучше транспортировать в
пробирках, закрытых ватной пробкой, или в коробочках с отвер-
стием, затянутым капроновой сеткой. В подобной таре можно вре-
менно хранить и живых насекомых. При пересылке материала на
значительные расстояния часть насекомых следует зафиксировать
в фиксаторе Буэна или в спирте с сулемой. Зафиксированные об-
разцы нельзя помещать вместе с остальным материалом; их не-
обходимо запаковать в отдельные коробочки, переложив склянки
или пробирки ватой, которая предохраняет посуду от ударов и
50
впитает в себя фиксирующую жидкость, если она выльется из про-
бирок.
Каждый образец, если он не является повторным сбором уже
исследованного материала из известного ранее места, снабжается
этикеткой, в которой должны быть указаны: название насекомого,
дата и место сбора, фамилия сборщика, растение, на котором взя-
ты насекомые, внешние признаки болезни и степень поражения ею
популяции, характер повреждения растений-хозяев и по возмож-
ности указания о примененных против вредителя химических об-
работках, а также как можно назвать болезнь отправляемых на-
секомых. Образцы мертвых, нефиксированных насекомых лучше
всего пересылать в лабораторию в коробочках от фотопленок, су-
хого молока или чая. Пересылку следует проводить самым быст-
рым транспортом. Полученный лабораторией материал до начала
исследования хранят в холодильнике при 4° С.
ОБРАБОТКА СОБРАННОГО ИНФИЦИРОВАННОГО МАТЕРИАЛА
Нахождение в природе мертвых насекомых не означает, что
эти насекомые погибли от болезни, поскольку они могли погибнуть
от инсектицидов, механических повреждений или из них вылетели
насекомые-паразиты.
Мертвые насекомые непригодны для изготовления из них гис-
тологических препаратов. В этих случаях нужно скальпелем вы-
нуть часть содержимого трупа и растереть в капле воды на пред-
метном стекле. Остатки трупа следует просмотреть под лупой и со-
хранить в пробирке в холодильнике. При болезнях, вызываемых
грибами, на поверхности тела насекомых образуется белый мице-
лий, иногда слой конидиеносцев с конидиями. Болезни, вызывае-
мые грибами из рода Tarichiutn, характерны образованием смо-
листо-черной пленки с многочисленными мелкими бородавочками.
В растертых на предметном стекле тканях при просмотре нуж-
но обращать внимание на наличие следующих образований:
А. Образования размеров более 15 мк:
волокна гиф грибов Deuteromycetes (гифы ровные, без перего-
родок, вместе с ними находят шаровидные или яйцеобразные
споры);
волокна гиф грибов Entomophtoraceae с шаровидными отрост-
ками и перегородками, с округлыми, стекловидными, прозрачными
спорами;
яйцеобразные с морщинистой поверхностью споры различных
грибов (Coelomomyces, Polycarium, Tarichiutn и т. п.);
шарообразные или яйцеобразные цисты грегарин, шаровидные
цисты целомических грегарин.
Б. Образования размером меньше 15 мк:
белковые образования неправильной формы, диаметром 3—
7 мк, в скоплениях, похожих на ягоды малины или шелковицы —
полиэдры полиэдрозов;
4:
51
яйцевидные или палочковидные образования разной величины,
с мелкими боковыми выростами в разных местах — дрожжевые
грибы или Deuteromycetes в начальной стадии развития;
яйцевидные образования одинаковой величины, сильно прелом-
ляющие свет,— споры микроспоридий или гаплоспоридий;
ладьеобразные, веретеновидные образования в большом коли-
честве— споры схизогрегарин и эугрегарин;
шаровидные споры в яйцеобразных цистах, в каждой споре
много зародышей — споры кокцидий;
преобладают бактерии одного типа, иные микроорганизмы от-
сутствуют — бактериальная септицемия;
при затенении видны светящиеся точки, пятна — гранулез или
риккетсиоз, различить их можно лишь в электронном микроскопе.
Более подробные данные по этому вопросу можно найти в со-
ответствующих главах книги.
Для грибных болезней обычно характерна более сыроватая
консистенция тела насекомого, которое после смерти не деформи-
руется. На теле насекомых, пораженных грибом Cordyceps, хоро-
шо видны плодовые тела грибницы. При болезнях, вызываемых не-
матодами, в остатках тела мертвых насекомых всегда присутству-
ют мелкие личинки этих паразитов, однако в сухих трупах насеко-
мых личинки нематод также погибают.
Живых зараженных насекомых обрабатывают подобным же
образом, но в этом случае имеется гораздо больше возможности
сохранить «документальные» материалы. На живом материале
можно выявить локализацию инфекции, что очень трудно сделать
на мертвых насекомых. Если располагают одним единственным
экземпляром больного насекомого, обработку его следует проводить
таким образом: особь, например гусеницу, после предварительно-
го осмотра нужно разделить на три части. Из кусочка ткани перед-
ней части готовят несколько сухих мазков-препаратов. Один из
препаратов покрывают покровным стеклом и просматривают под
микроскопом для обнаружения спор или полиэдров. Из остальных
мазков готовят влажные фиксированные препараты. Среднюю
часть тела гусеницы помещают в фиксирующий раствор для изго-
товления в дальнейшем гистологических срезов, а третью часть те-
ла хранят в холодильнике для опытов с искусственным зараже-
нием. При значительном количестве материала для каждого этапа
исследований можно выделить по одному или несколько экземпля-
ров насекомых и тем самым обеспечить более детальное изучение.
ФИКСАЦИЯ И ГИСТОЛОГИЧЕСКАЯ ОБРАБОТКА
МАТЕРИАЛА
На приготовленные вышеуказанным образом мазки после их
высыхания наливают метиловый спирт и этим частично устраня-
ют остатки жирового тела и в достаточной мере фиксируют раз-
личные стадии развития паразита.
52
Для приготовления влажного мазка берут пинцетом кусочек
ткани исследуемого насекомого и делают им мазок на покровном
стекле, которое немедленно кладут мазком вниз на поверхность
фиксирующего раствора. Через секунду предметное стекло утеп-
ляют в фиксирующем растворе и оставляют в нем на 5—10 минут.
Затем стекло с фиксированным мазком промывают водой и окра-
шивают как гистологический срез, не допуская высыхания стекла.
Приготовленные таким образом мазки обладают тем преиму-
ществом, что на них сохраняется морфологическая картина схи-
зонтов и гамонтов — простейших организмов, которых нельзя уви-
деть ни на срезах (только части), ни на сухих мазках (они дефор-
мируются и уплощаются).
Для гистологических исследований используются некоторые из
обычных фиксирующих растворов. Спиртовой раствор сулемы со-
держит 2 части насыщенного водного раствора сулемы и 1 часть
86%-ного спирта. Фиксатор Буэна содержит 150 мл насыщенного
водного раствора пикриновой кислоты, 50 мл 40%-ного формалина
и 12 мл ледяной уксусной кислоты. В этом фиксаторе материал
может сохраняться длительное время. При подготовке материала
для ультратонких срезов частички материала размером в булавоч-
ную головку фиксируют в 2—40 %-ном растворе четырехокиси ос-
мия в вероналовом буфере с рН=7,2 (1,943 г ацетата натрия,
2,943 г барбиталнатрия, дистиллированной воды 100 мл), выдер-
живают в холодильнике 10—20 часов, затем фиксированные час-
тички материала промывают водой и высушивают, проводя через
ряд растворов спиртов возрастающей концентрации ’.
Мазки зараженного материала окрашивают после фиксации
раствором Гимза (1 капля концентрированного раствора на 1 мл
дистиллированной воды) в течение 30—60 минут. Кокцидии и схи-
зогрегарины в мазках окрашиваются очень плохо, но в срезах хо-
рошо. Окрашиванию большинства спор помогает кратковремен-
ный гидролиз в 0,1—1%-ном растворе соляной кислоты при 70—
80° С.
Для приготовления препаратов слизистых оболочек спор сус-
пензию спор обрабатывают обычной тушью или тушью Бури (под
покровным стеклом). При исследовании под микроскопом таких
мазков, контрастированных тушью, можно отчетливо видеть внеш-
ние очертания спор и после фиксации окрасить препарат раство-
ром Гимза.
Окраску раствором Гимза можно использовать и при изготов-
лении препаратов для гистологических исследований. В этих слу-
чаях препараты окрашивают слабым раствором Гимза и оставля-
ют их на ночь, затем промывают водой, дифференцируют, обезво-
живают ацетоном, переносят в нейтральный чистый ксилол и в
нейтральную заливочную среду, например в канадский бальзам
или акриловые препараты (паркетолит).
1 Подробнее о работе с электронным микроскопом см. Бартла и др. [3J.
53
Из гистологических красителей используется гематоксилин.
Краситель Майера приготовляется из 1 г гематоксилина, 0,2 г
NaNO3 и 50 г квасцов на 1 л воды. Железный гематоксилин по
Гейденгайну приготовляется в двух растворах. Дубителем
(4%-ный водный раствор железоаммонийных квасцов) задуб-
ляют мазки и срезы в течение 2—12 часов (оставляют на ночь),
а затем после тщательного промывания окрашивают 1%-ным вод-
ным гематоксилином (10 г гематоксилина растворяют в 100 мл
спирта и вливают в 900 мл дистиллированной воды) также в те-
чение 2—12 часов. После этого препарат промывают в чистой про-
точной воде, и при этом гематоксилин темнеет. Отмывку препара-
тов следует проводить в 3%-ном растворе железоаммонийных
квасцов при регулярном просмотре препаратов под микроскопом.
Отмывку прекращают, когда определенные стадии возбудителя,
которые намечено исследовать, окрасятся достаточно интенсивно.
При просмотре препарата в процессе отмывки первыми обнару-
живаются главные структуры, затем вегетативные стадии парази-
та, но споры остаются еще черными и не дифференцированы.
В конечном итоге под микроскопом становятся хорошо различимы
детали спор, но вегетативные стадии паразита в это время уже
полностью обесцвечиваются. После того как нужные детали на
препарате дифференцируются, его быстро ополаскивают водой и
оставляют в проточной воде, пока вновь не почернеет лак, кото-
рый под действием квасцов стал коричневым. Препарат докраши-
вают эозином (0,1%) или светлой зеленой (0,1%). Из других спо-
собов следует указать метод окрашивания трихромом по Массону.
При этом методе после 5—10 минут окрашивания гематоксили-
ном препарат дополнительно 2—5 минут окрашивают смесью вод-
ных растворов 1%-ного ксилидина Понсо, 1%-ного кислого фукси-
на и 1%-ной ледяной уксусной кислоты. После этого препарат
промывают подкисленной водой, обрабатывают 1%-ным раствором
фосфоро-молибденовой кислоты (5 минут) и докрашивают 1—5 ми-
нут 1%-ной светлой зеленой. Подобным же красителем является
смесь Маллори. Препарат окрашивают 5—10 минут 0,5%-ным ра-
створом нейтрина красного в 5%-ном растворе сернокислого ам-
мония, затем промывают препарат водой, обрабатывают в 1%-ном
растворе фосфоро-молибденовой кислоты и докрашивают 1—5 ми-
нут в смеси 2 г оранжа, 2 г щавелевой кислоты и 0,5 г анилиновой
синей в 100 мл воды.
Ваго для окрашивания полиэдров вирусов в тканях применяет
окрашивание в течение 2—10 минут смесью двух растворов. Ра-
створ А: 10 мл анилинового масла в 200 мл дистиллированной во-
ды смешивают с кислым фуксином до насыщения. Раствор Б:
1%-ная метиленовая синяя. Затем перед окрашиванием смешива-
ют 3 мл раствора Б со 100 мл раствора А и окрашивают препарат
при 60° С в течение 10 минут. После этого препарат промывают
в горячем этиловом спирте и докрашивают 5—15 минут в 1%-ном
растворе метаниловой желтой.
54
Полиэдры в тканях, которые обычно не окрашиваются, можно
красить гематоксилином после предварительного подогрева препа-
рата или же после предварительной обработки щелочью или кис-
лотой.
При реакции на ядро материал, который был зафиксирован
фиксатором без формалина по Фельгену, гидролизуют 1 н. НС1
(8,5 мл концентрированной соляной кислоты в 100 мл дистилли-
рованной воды) при 60° С. После промывки холодной дистиллиро-
ванной водой, материал помещают на 1—2 часа в сернистокис-
лый фуксин, приготовленный из насыщенного при подогреве ра-
створа основного фуксина (0,5 г фуксина в 100 мл кипящей воды),
к которому по охлаждении добавляют 1 г NaHSO3 и 10—20 мл 1 н.
НС1. Через 24 часа раствор отмывают. После окрашивания мате-
риал промывают водой с SOs (100 мл воды, 5 мл 1 н. НС1 и 1 г
NaHSOa), затем чистой водой и докрашивают 1%-ным раствором
светлой зеленой.
Сернистокислый фуксин применяют и для окрашивания поли-
сахаридов по методу Мак-Мануса—Хочкисса. При этом методе
препарат обрабатывают 8 минут 5%-ным раствором йодноватой
кислоты (ШОз) и после ополаскивания дистиллированной водой
помещают на 20—30 секунд в раствор 2 г KJ, 2 г тиосульфата нат-
рия и 2 мл 1 н. НС1 в 100 мл дистиллированной воды, затем вновь
промывают водой и окрашивают 15—20 минут в сернистокислом
фуксине и еще раз ополаскивают водой с SO2, приготовляемой,
как указано ранее. Через 4—5 минут материал докрашивают ге-
малауном, обезвоживают и переносят в канадский бальзам.
Для заливки препаратов обычно применяют канадский баль-
зам, но в некоторых случаях используют также искусственные
смолы типа Caedax (паркетолит). Процесс переноса и заливки
препаратов описан в руководствах по гистологии [13].
Для изучения болезней насекомых в теле хозяина готовят мию
ротомные срезы в парафине, как правило, из целого организма и
в последовательных сериях, что позволяет проследить простран-
ственное распределение инфекции. Для того чтобы можно было ус-
тановить различия в строении тканей больных и здоровых насеко-
мых, необходимо фиксировать и готовить препараты также и из
здоровых насекомых.
Наличие у насекомых хитинового скелета и других органов за-
трудняет изготовление микротомных срезов. Для облегчения этой
работы следует проводить материал через бутиловый спирт, при
этом материал проводится через следующий ряд: этанол—этанол:
бутанол (1:1) — этанол : бутанол (1:3) — бутанол — бутанол : па-
рафин (1:1)—парафин—парафин и заливка.
Иногда насекомых проводят сразу через парафин, извлекают
особь из расплавленного парафина, дают последнему застыть и
скальпелем отделяют твердые поверхностные хитиновые части.
Остаток тела насекомого вновь переносят в парафин и заканчива-
ют заливку.
55
Для заливки препаратов из насекомых, зараженных грибами
(Entomophthoracea, Coelotnotnyces и фиксированных формали-
ном, применяют канадский бальзам с 1 % фенола, который позво-
ляет заливать также и личинок без их обезвоживания, а лишь пос-
ле удаления избытка воды на покровах тела. Можно также упот-
реблять лактофенол Аммана (20 г кристаллического фенола, 20 мл
молочной кислоты, 10 мл глицерина и 20 мл воды). После залив-
ки необходимо заделать асфальтовым лаком края покровного
стекла.
Для электронной микроскопии делают препараты из срезов
материала, залитого в смеси метил- и бутил-метакрилата или в
Westopal (методика подробно описана в работе Бартла и др.[3]).
ЛАБОРАТОРНЫЕ ОПЫТЫ С ИСКУССТВЕННЫМ
ЗАРАЖЕНИЕМ
При определении инфекционности микроорганизмов, выделен-
ных из больных насекомых и предполагаемых в качестве возбуди-
телей болезней, достоверными следует признавать лишь положи-
тельные результаты опытов с искусственным заражением. Отри-
цательные результаты могут приниматься во внимание лишь в том
случае, если они получены в опыте, проведенном одновременно с
другими опытами, которые при той же методике дали положитель-
ные результаты.
Возбудителей болезней — споры, вирусные полиэдры или гра-
нулы — насекомым для заражения дают с кормом после предва-
рительного голодания насекомых в течение 12—24 часов. Корм
(листья растений) смачивают в суспензии инокулюма, в которую
добавлен эмульгатор (эмульфор, эрифор, тритон-Х, твин, филпон
и т. п.), дают избытку суспензии стечь с листьев и кладут их в
чашки Петри, где находятся подопытные насекомые. Следует да-
вать такое количество корма, которое насекомые могут поглотить
за 24 часа, так как это позволит относительно точно установить
время заражения.
Для определения количества инокулюма, поглощенного насе-
комыми, следует измерить объем суспензии до и после смачива-
ния листьев и по разнице определить количество суспензии на
листьях.
Иногда для нанесения инокулята в виде порошков или жидко-
стей применяют распыливающую или опрыскивающую аппарату-
ру, используемую обычно в токсикологических опытах при оценке
инсектицидов, которая имитирует условия применения биопрепа-
ратов на посевах и в насаждениях. Чаще всего для этих целей
применяют «колокола» (камеры) Ланга—Вельте, в которых ис-
пытуемый препарат распыливается или разбрызгивается через
особые насадки.
Навеску на одно опыливание (или опрыскивание) рассчитыва-
ют по площади дна колокола, чтобы она соответствовала оп-
56
ределенной норме расхода (дозе) на 1 га поля (обычно
25—50 кг/Га (27].
Иногда бывает трудно определить количество корма, погло-
щенного насекомыми, и, следовательно, количество поглощенного
инокулюма. Бюржержон и др. сконструировали для этой цели спе-
циальную камеру. Насекомым скармливают диски, вырезайные из
пластинки листа, которые после определенного времени помещают
между источником света и фотоэлементом в цилиндрическую ка-
меру просвечивания.
По интенсивности света, проходящего через диск, которую по-
казывает стрелка гальванометра, можно пользуясь стандартными
таблицами, немедленно определить массу листа, использованную
насекомыми.
В каждом опыте при оценке токсичности или патогенности ма-
териала необходимо учитывать, что испытуемый препарат может
обладать также и отпугивающими свойствами, и в этом случае
насекомые неохотно поедают предложенный им корм. Ряд биоло-
гических препаратов, например препараты на основе В. thuringien-
sis, изготовляемые на различных питательных средах, дают ко-
нечный продукт иногда нейтральный, а иногда с отпугивающими
свойствами, и в результате насекомые уходят с обработанных био-
препаратом растений в поисках другого корма. В лабораторных
опытах этот фактор не имеет большого значения, так как насеко-
мые, изолированные в том или ином сосуде, лишены возможности
выбирать пищу, однако в природных условиях отпугивающие свой-
ства препарата могут удалять насекомых с обработанных ра-
стений и даже с обработанного поля, и они не будут заражены.
Отсутствие насекомых на полях или в насаждениях, обрабо-
танных биопрепаратами с репеллентными свойствами, может быть
в таком случае оценено статистически достоверно как успешная
з'ащита растений, однако это не будет результатом заражения вре-
дителей.
Для опытов с искусственным заражением следует брать насе-
комых в одинаковой фазе развития и одного и того же возраста,
обычно после того, как прошла линька, с тем чтобы на развитие
болезни не влиял ни процесс линьки, ни период перед ней, когда
насекомые не питаются.
Контактные препараты, например споры плесневых и других
грибов, испытывают путем опыливания ими насекомых на расте-
ниях, применяя для этого аппарат — Ланга — Вельте или же насе-
комых погружают в суспензию возбудителя болезни в специаль-
ных закрытых ситах.
Такое погружение можно применять и в тех случаях, когда
необходимо ввести испытуемый материал в ротовую полость на-
секомых, которые, находясь в суспензии, неизбежно наберут в по-
лость рта и инфекционный препарат.
В некоторых случаях для принудительного введения пищи на-
секомым можно густую суспензию спор патогенного организма
57
наносить платиновой петлей непосредственно на ротовые органы
личинок насекомых.
Для этого обычно небольших личинок первого возраста поме-
щают в открытую чашку Петри, петлей берут каплю суспензии
и слегка придавливают петлей голову близ ротового отверстия ли-
чинки. Личинка, сопротивляясь, пытается укусить петлю и загряз-
няет ротовую полость инфекционным материалом.
Личинки ряда видов насекомых (платяной моли, Tribolium
castaneum, Galleria melonella, Ephestia kuehniella, короедов и др.)
притягиваются силами поверхностного натяжения к капле, и их
можно петлей вместе с каплей перенести в другую чашку Петри
и там стряхнуть каплю на слой фильтровальной бумаги. Этот ме-
тод заражения насекомых оказался очень хорошим в опытах с
кокцидиями, схизогрегаринами и микроспоридиями.
Некоторые инфекции, главным образом неполиэдренные виру-
сы, риккетсии или бактерии, в опытах лучше всего вводить пу-
тем инъекций в насекомых, предварительно анестезированных
погружением на 3—5 минут в содовую газированную воду. Для
этого применяется несколько типов шприцев с автоматическим до-
зированием. Для дозирования используются микрометрические
устройства.
Очень удобным в работе оказался шприц собственной кон-
струкции автора, игла которого вводится в объект с помощью
электромагнита, включаемого ножной кнопкой, благодаря чему
обе руки остаются свободными для любых манипуляций с насе-
комыми.
Для заражения насекомых, обитающих в воде, используют лю-
бую посуду с циркулирующей водой. Пригодна обычная пробир-
ка, в которую по тоненькой трубке подается струя воздуха от мем-
бранного насоса.
В пробирку помещают насекомых и заполняют ее суспензией
изучаемого возбудителя. Споры возбудителя быстро перемеща-
ются в жидкости, завихряющейся под действием струи воздуха,
и непрерывно соприкасаются с заражаемыми насекомыми. Личи-
нок подкармливают в этот период соответствующим измельчен-
ным кормом.
У подавляющего большинства перепончатокрылых, двукрылых
и других групп насекомых наиболее восприимчивой для зараже-
ния фазой являются личинки первого или второго возраста. Ли-
чинки старших возрастов заражаются трудно, иногда не помогают
даже непомерно высокие дозы инокулюма.
Легче всего заражаются вредители растений, являющихся хо-
рошими носителями инфекции. Для заражения насекомых, питаю-
щихся кровью теплокровных животных или гемолимфой других
видов насекомых, применяют водные суспензии патогенных орга-
низмов в специальных поилках. Этот способ удобен для зараже-
ния кровососущих комаров, клопов, мух, хищных клопов и других
насекомых.
58
В качестве поилки используют обычную пробирку, которую
наполняют раствором меда с испытываемым возбудителем, за-
крывают ее ватным тампоном и ставят так, чтобы жидкость по-
степенно просачивалась через вату и была доступна для насеко-
мых. При этом следует наблюдать за поведением насекомых и
иногда регулировать температуру и влажность воздуха в изолято-
ре, где находятся насекомые и поилка.
Многие виды кузнечиков, саранчовых, тараканов, медляков
поедают мертвых насекомых. Эта особенность позволяет успешно
заражать такие виды путем скармливания им мертвых заражен-
ных особей.
В природных условиях энтомопатогенные материалы приме-
няют путем опыливания, опрыскивания или обработки кормовых
растений аэрозолями или же в виде приманок. Для этого при-
меняют те же аппараты, что и для химической борьбы с насеко-
мыми.
В этом случае для измерения количества препарата, осевшего
на единицу площади, при обработке с самолетов или высокопроиз-
водительными наземными опрыскивателями и опыливателями при-
меняют не токсикологические, а биологические методы учета. Так,
например, при испытании бактериальных препаратов на обрабаты-
ваемой площади перед опрыскиванием или опыливанием выстав-
ляют открытые чашки Петри или предметные стекла, залитые ага-
ром, которые затем переносят в термостат и по числу колоний бак-
терий определяют плотность покрытия препаратом.
Методы испытаний биопрепаратов в полевых условиях различ-
ны. При испытании биопрепаратов на основе В. thuringiensis или
Beauveria bassiana производится сплошная обработка всей пло-
щади опытного поля. В иных случаях, например при испытании
вирусов гранулезов, риккетсий, энтомофторовых грибов, простей-
ших, Bacillus popilliae и т. п., применяют метод колонизации, при
котором инфекционный материал в небольших количествах вносят
в разных местах обрабатываемой территории с целью образова-
ния рассеянных, небольших первичных очагов инфекции. Аналогич-
но производят выпуск в естественную популяцию вредителя ис-
кусственно размноженных и зараженных насекомых. Последний
способ применяется главным образом при работе с возбудителя-
ми, которые передаются последующим поколениям вредителя
трансовариально, через экскременты, при контакте больных осо-
бей со здоровыми и т. д.
Можно применять также выпуск зараженных паразитов — пе-
реносчиков болезней других видов насекомых (например, Apante-
les glomeratus) как переносчика болезней боярышницы — грану-
леза, полиэдроза, микроспоридиоза. Аналогично этому могут пере-
давать инфекцию паразиты Ephestia kuehniella, Harrisina brillians
или паразиты картофельной моли (Gnorimoschema operculella).
Подобным способом можно использовать и энтомопатогенных не-
матод из рода Neoaplectana.
59
В кратком обзоре невозможно описать все существующие ме-
тодики. Патология насекомых является отраслью, смежной с бак-
териологией, вирусологией, протозоологией, микологией и гель-
минтологией, с одной стороны, и энтомологией — с другой и мо-
жет использовать методики всех этих наук. В связи с этим иссле-
дователям болезней насекомых необходимо изучать методики со-
ответствующих отраслей науки, что позволит им лучше решать
собственные задачи. С некоторыми приведенными методиками
можно более подробно ознакомиться в лабораторных практику-
мах в области гистологии, бактериологии или вирусологии, а так-
же в руководствах по испытанию ядохимикатов.
Указатель литературы
1. Acqua С., Annali delle Regia Scuola Superiore di Agricoltura Portici, 15,
1—16, 1920.
2. Audouin V.. Ann. Sci. Naturelles. 8. 229—245. 1837.
3. Bartl P., Delong A., Drahos V., Hriv'nak I., Rosenberg M.,
Metody elektronove mikroskopie, 399 pp., NCSAV, Praha, 1964.
4. В a s s i A., Del mal del segno, calcinaccio о moscardino, malattia che af-
flige i bachi da seta e sul modo di liberarne le bigattaie anche le pin intes-
tate. I. Teoria, 67 pp., II. Practica, 58 pp., Orcesi, Lodi, 1836.
5. Briggs J., J. Exptl. Zool., 138, 155—188, 1958.
6. В u c h n e r P., Tier und Pflanze in Symbiose, 900 pp., Borntrager, Berlin,
1930.
7. В u c h n e r P., Endosymbiose der Tiere mit pflanzlichen Mikroorganismen,
771 pp., Birkhauser, Basel, 1953.
8. Chorine V., Ann. Inst. Pasteur, 43, 955—958, 1929.
9. Frings H., Goldberg E., Arentzen J. C., Science, 108, 689—690,
1948.
10. Gary N. D., Nelson С. I., Munro J. A., J. Econ. Entomol., 41, 661—
662, 1949.
11. G’i'aser R. W. Psyche, 25, 39—46, 1918.
12. Hollande A. Ch., C. R. Acad. Sci., 170, 1341 — 1344, 1920.
13. Jirovec O., Zoologicka technika, Vydavatelstvi CSAV, Praha, 1947.
14. Komarek J., Sbornik vtjzkumngch ustavu zemedelskych RCS, 78, 1—256,
1931.
15. Красильщик И., Bull. Sci. de la France et Belgique, 19, 461—472, 1888.
16. Красильщик И., C. R. Acad. Sci., 123, 427—429, 1896.
17. Krieg A., Grundlagen der Insektenpathologie, Viren, Rickettsien, Bakterien
304 pp., Steinkopf, Darmstadt, 1961.
18. Lysenko O., J. Insect Pathol., 5, 78—97, 1963.
19. M a s e r a E., Le malattie infettive degli insetti, 343 pp., Cappeli, Bologna,
1936.
20. Мечников И. И., Болезни личинок хлебного жука, 32 стр., Издание Ко-
миссии при Одесском земском Управлении, Одесса, 1879.
21. Metalnikov S., Ann. Inst. Pasteur, 37, 528—536, 1923.
22. Metalnikov S., Chorine V., Ann. Inst. Pasteur, 44, 273—278, 1930.
23. О s i m о M., Riv. Period. Lavori I. R. Acad. Sci., Lett e Arti, Padova, 6,
157—184, 1859.
24. P a i 11 о t A., Traite des maladies du ver a soie, 279 pp., G. Doin et Cie, Pa-
ris, 1930.
25. P a i 11 о t A., L’infection chez les insectes, 535 pp., Patassier, Trtvoux, 1933.
26. Pasteur L., Etudes sur la maladie des vers a soie. I. 332 pp., IL 327 pp.,
Gauthier-Villars, Paris, 1870.
27. Rosie ky M„ Weiser J., Moderni insecticidy, 438 pp., Prirodoved. vyda-
vatelstvi, Praha, 1951.
28. Smirnoff W. A., J. Insect Pathol., 3, 29—46, 1961.
29. S pea re A. T„ J. Agr. Res., 18, 399—439. 1920.
30. S t e i n h a u s E. A., Insect microbiology, 763 pp., Comstock, Ithaca, 1946.
31. Steinhaus E. A., Principles of insect pathology, McGraw-Hill, New York,
1949.
61
32. Steinhaus E. A., Hilgardia, 26, 107—160, 1956.
33. Stephens J., Can. J. Microbiol., 5, 203—228, 1959.
34. Stephens J. M., Immunity in insects. Insect pathology, I, 237—297, Aca-
demic Press, New York, 1963.
35. Stephens J., Can. J. Microbiol., 8, 597—602, 1962.
36. Stephens J., J. Insect Pathol., 5, 61—65, 1963.
37. Stephens J. M., Marshall J. H., Can. J. Microbiol., 8, 719—725, 1962.
38. S u 1 с K-, Sitzb. Bohm. Ges. Wiss., Math.-Naturwiss. Klasse, 3, I—39, 1910.
39. S u 1 с K-, Sitzb. Bohm. Ges. Wiss., Math.-Naturwiss. Klasse, 3, 1—6, 1910.
40. Tan ad a Y., Epizootiology of infectious diseases. Insect Pathology, II, 423—
475, Academic Press, New York. 1963.
41. Vago C., Vasiljevic L., Mikroskopie, 11, 136—139, 1956.
42. Vittadini C., Atti 1st. Lombardo, 1, 360—363, 1859.
43. Transactions 1st Int. Conf, of insect pathology and biological control, 651 pp.
Praha, 1958.
44. W e i s e r J., Ztschr. f. PflPathol. u. Pflschutz, 63, 625—638, 1956.
Специальная
часть
HI. Вирусные болезни насекомых
Общие свойства вирусов насекомых. В конце XIX в. Иванов-
скому впервые удалось доказать возможность передачи некоторых
болезней растений путем впрыскивания здоровым растениям сока
больных растений, пропущенного через бактериологические фильт-
ры для очистки от всех микроорганизмов и частиц, видимых под
микроскопом. Следовательно, возбудителями болезней в этих слу-
чаях являются фильтрующиеся организмы. Названия «вирус»,
«вирулентность» до этого имели только значения «сила, фактор,
возбудитель, скрытая причина», без точного определения подлин-
ного содержания этих терминов. С открытием фильтрующихся
«сил» это общее понятие получило конкретное содержание.
-Для вирусов характерны субмикроскопические размеры, спо-
собность жить и размножаться только в живых клетках и невоз-
можность культивирования их на искусственных питательных сре-
дах. Вирусы серологически не родственны своим хозяевам и ин-
фекционны: они вызывают патологические изменения в определен-
ных тканях и умерщвляют своего хозяина. Вирусы могут долго су-
ществовать в латентной, покоящейся стадии. Они не имеют кле-
точной структуры, а также отчетливо выраженного обмена ве-
ществ. У вирусов сложная морфология, первичные их частицы
включают молекулы протеина и нуклеиновых кислот. Имеются
также определенные всегда последовательно повторяющиеся фор-
мы. Вирусы обладают способностью размножаться в логарифми-
ческой пропорции за счет клетки хозяина и способны к мутациям.
Энтомопатргенные вирусы — это узкоспециализированная груп-
па вирусов, приспособленных к насекомым и обладающих рядом
свойств, которые отличают их от остальных вирусов. Это, во-пер-
вых, их специализация только на насекомых, во-вторых, наличие
белковых оболочек, окружающих собственно вирусные частицы в
форме гранул или полиэдров. Эти полиэдренные белковые комоч-
ки характеризовали вирусы насекомых намного раньше, чем стала
известна их этиология. Корналиа [81] и Маэстри (1856 г.) были
первыми исследователями, опубликовавшими данные об открытии
полиэдров в гусенице тутового шелкопряда. Однако еще в конце
XVI в. (1572 г.) в стихах итальянского поэта Виде ди Тремона
имелись упоминания о проявлении полиэдренной болезни у гусе-
ниц шелкопряда. Болле [63] в 1894—1898 гг. был первым, кто об-
наружил растворение полиэдров в кишечном тракте шелкопряда
и наблюдал высвобождение мелких зернышек вирусных скопле-
ний. Акква в 1918—1919 гг., фильтруя жидкость из полости тела
погибших гусениц шелкопряда, доказал, что возбудителем поли-
эдроза является фильтрующийся вирус. В дальнейшем Пейо, а
64
также Комарек и Брейндл [103], проводя фильтрацию через бак-
териологические фильтры, получили дополнительные доказатель-
ства вирусной природы полиэдроза гусениц монашенки.
Научная общественность того времени совершенно не была
убеждена в вирусной этиологии полиэдроза. Нелло-Морио еще в
1925 г. принимал вирусы за фильтрующиеся стадии дрожжей, а
Дель Гуэрчо в 1929 г. издал книгу объемом 315 страниц о поли-
эдрозах, в которой относил полиэдры к плодовым телам организ-
мов, стоящих в классификационной системе где-то на грани про-
стейших растений. В том же году Поспелов и Норейко снова до-
казывали теорию Нелло-Морио, скармливая гусеницам гриб
Debaryotnyces tyrocola и вызывая у них полиэдроз.
Первым, кто фактически смог узнать, как выглядят вирусные
частицы, был Бергольд в 1943—1947 гг. В течение последующих
лет в литературе появилось большое количество публикаций и
описаний, где, помимо полиэдрозов, были описаны гранулезы, ки-
шечные полиэдрозы, цитоплазменные полиэдрозы и ряд других
инфекций, отличающихся в основном предпочтением к определен-
ным тканям хозяина. Этот период ознаменовался тем, что данные,
накопленные в процессе исследований отдельных заболеваний, бы-
ли обобщены для всех известных энтомопатогенных вирусов. Та-
кое обобщение показало, что необходимо не только различать оп-
ределенные, разграниченные группы вирусов, но необходимо так-
же уделить внимание систематике вирусов насекомых. Первым,
кто применил для вирусов бинарную номенклатуру Линнея, был
Пейо, который в 1926 г. [188] дал название трем возбудителям ви-
русных болезней — Borrelina bombycis, В. pieris, В. flacheria.
Таксономия энтомопатогенных вирусов. Затруднения, с кото-
рыми сталкиваются при таксономии вирусов, особенно вирусов
насекомых, таковы же, как и при таксономии других организмов.
Эти затруднения вытекают из различий в таксономии разных
групп организмов, а главное из различия во взглядах уже потому,
что каждая таксономическая система живых существ до известной
степени отражает взгляд людей на взаимосвязи между организ-
мами.
В отношении вирусов отсутствует единство мнений об их по-
ложении в таксономической системе. Вирусы определяют как
минимальные по размерам живые организмы или же как наиболее
активные системы смежных органических соединений. Из этого
вытекает, что у вирусов нет определенного места в таксономии и
на них не распространяются зоологические или ботанические за-
кономерности, которые при строгом применении ограничили бы
нежелательную путаницу независимо от того, какое место в таксо-
номии займут вирусы в будущем. Первое обобщение, сделанное
Холмсом [128], уточнили Штейнхауз [243] и Бергольд [45] в своих
статьях, посвященных бинарной номенклатуре энтомопатогенных
вирусов. Аналогичные попытки предпринял также Жданов [325],
но без соблюдений правил и приоритета.
5 Я. Вейзер
65
Эндрюс [25] в связи с недостатком данных о вирусах как ор-
ганизмах предложил отказаться от номенклатуры Линнея и при-
менять групповые названия, как, например, Myxovirus, Poliovirus,
Poxvirus и т. д.; характеризующие и заменяющие родовое назва-
ние, отказавшись от видового названия. В последующем, однако,
это привело к тому, что вопреки правилам любой таксономии при-
менялись общие названия с добавлением слова «вирус» и видо-
вого названия хозяина, например Borrelinavirus bombycis, Borre-
linavirus anthelus, Borrelinavirus, hyphantriae. По мнению автора,
следует говорить или о Borrelinavirus вообще, или о вирусе Вогге-
lina bombycis.
Таксономия должна помогать систематизации организмов для
их изучения. Хорошо построенная таксономическая система позво-
ляет предвидеть наличие определенных признаков группы и у тех
видов, которые пока изучены недостаточно, раньше чем эти при-
знаки будут фактически установлены. Таксономия имеет прогрес-
сивное значение, способствует развитию науки. Этой цели служит
прежде всего определение общих признаков высших таксономи-
ческих групп, в то время как видовые признаки не дают возмож-
ности для каких-либо значительных обобщений. В предложенной
автором системе [310] он стремился дать главным образом точное
определение свойств и характеристику более высоких таксономи-
ческих групп, так как, по его мнению, не всегда можно отличить
разные ’виды вирусов в определенном хозяине.
Для распознавания различных групп энтомопатогенных виру-
сов предлагается использовать их морфологию и химические свой-
ства, связь с определенными группами хозяев и их тканей. В этом
система Вейзера в определенной мере отличается от системы, ис-
пользованной Кригом. В названиях высших таксономических групп
Вейзером использованы ботанические окончания, поскольку пер-
воначально их применил Холмс [128].
Тип Virales (Breed, Murray, Hitchens, 1944)— вирусы. Под-
тип— Zoophaginae (Holmes, 1948)—зоопатогенные вирусы (виру-
сы животных).
Семейство Botrelinaceae (Holmes, 1948)—энтомопатогенные
вирусы (вирусы насекомых).
Энтомопатогенные вирусы образуют единую обособленную
группу, которую можно подразделить на подсемейства и роды в
соответствии со следующим ключом.
1 (6) В клетках ткани хозяина образованы полиэдренные бел-
ковые тельца, которые не деформируются щелочью,— подсемейст-
во Borrelinoideae (Weiser, 1958).
2(5) Белковые кристаллы (полиэдры) находятся в ядре
клеток.
3(4) Полиэдры находятся не в кишечных, а в других клетках.
Болезни бабочек — род Borrelina (Paillot, 1926).
4(3) Полиэдры в клетках кишечного эпителия. Болезни пере-
пончатокрылых— род Birdia (Weiser, 1958).
66
5(2) Белковые кристаллы (полиэдры) находятся в цитоплаз-
ме клеток кишечного эпителия — род Smithia (Bergold, 1953).
6(1) В клетках тканей хозяина не видны полиэдренные бел-
ковые кристаллы, или они отличаются своей формой, или они де-
формируются под действием щелочей — подсемейство Paillotelloi-
deae (Weiser, 1958).
7(12) В световой микроскоп видны включения неправильной
формы, веретеновидные или в форме полумесяца (последние в ще-
лочах вытягиваются в волокна).
8(11) Включения правильной веретеновидной формы пли
в форме правильного полумесяца.
9(10) Включения веретеновидной формы в цитоплазме жиро-
вых клеток бабочек, мух или жуков — род Vagoia (Weiser, 1965).
10(9) Включения в форме полумесяца, в ядрах лимфоцитов
двукрылых. В щелочах вытягиваются в длинные волокна — род
Xerosia (Weiser, 1958).
11(8) Включения неправильной формы в цитоплазме лимфоци-
тов бабочек — род Paillotella (Steinhaus, 1945).
12(7) В световой микроскоп видны неразличимые в деталях
гранулы.
13(16) При затемнении видны светящиеся гранулы, располо-
женные в массе в цитоплазме и ядре клеток жирового тела или
кишечника,— подсемейство Bergoldioideae (Weiser, 1958).
14(15) Гранулы вирусов находятся в плазме и ядрах клеток
жирового тела бабочек — род Bergoldia (Steinhaus, 1949).
15(14) Гранулы вирусов находятся в ядрах и плазме клеток
кишечного эпителия бабочек — род Capsula (virus) (Benz, 1963).
16(13) Вирус не образует гранул, видимых при затемнении
(оголенные вирусы),— подсемейство Moratoroideae (Weiser, 1958).
17(18) Вирусные частицы округлой формы, больше 100 ммк,—
род Pseudomorator (Krieg, 1961).
18(17) Вирусные тельца округлой формы, меньше 80 ммк,—
род Morator (Holmes, 1948).
Под «полиэдрами» следует понимать кристаллы зернистого
строения, сглаженные на гранях.
Приведенная система классификации вирусов основана на
дифференциации по включениям и локализации вирусов в теле хо-
зяина, хотя в некоторых случаях имеющихся в настоящее время
данных недостаточно для точного определения. Как правило, все
палочковидные вирусы содержат ДНК (дезоксирибонуклеиновую
кислоту), а шаровидные вирусы — РНК (рибонуклеиновую кисло-
ту), причем первая содержится главным образом в ядре, а вто-
рая — в цитоплазме клеток. Единственным исключением из этого
правила, по-видимому, являются вирусы рода Pseudomorator, в ко-
тором радужный вирус долгоножек (Tipulidae), по данным Тома-
са, содержит ДНК, хотя и образуется в цитоплазме клеток.
Аналогичную классификацию применяют Криг и Бенц [36], в то
время как Львов и др. [164] для классификации групп вирусов ис-
5*
67
пользуют особенности структуры вирусных частиц. Вирусная ча-
стица, вирион, складывается из ядра, состоящего из нуклеиновой
кислоты (РНК или ДНК), окруженного капсидой или слоем бел-
ковой оболочки.
Капсида состоит из различных количеств капсомеров разной
формы (шаровидные, яйцеобразные), расположенных в слое обо-
лочки. Капсомеры упакованы в структуры со спиральной (у па-
лочковидных вирусов) или кубической (у сферических, полиэд-
ренных вирусов) симметрией. У некоторых вирусов оболочка, по-
крывающая ядро, включает плазму клеток хозяина. Предлагаемая
этими авторами схема классификации энтомопатогенных вирусов
показана в таблице 1.
Таблица 1
Вирион Симметрия Оболочка Примеры
РНК Геликоидная Кубическая Имеется Отсутствует? Имеется Отсутствует Примеры неизвестны Smithia Vagoia Paillotella? Morator
ДНК Геликоидная Имеется Отсутствует? Borrelina Birdia Xerosia Bergoldia Capsula (virus)
Кубическая Отсутствует Pseudomorator
Опыт показывает, что приведенная система классификации яв-
ляется очень грубой, приблизительной и большинство используе-
мых признаков, главным образом оболочки, размеры капсид или
количество капсомеров, неизвестны. С другой стороны, эта клас-
сификация позволяет сравнивать энтомопатогенные вирусы со мно-
гими вирусами других животных и растений.
Химический состав энтомопатогенных вирусов. Характер вирус-
ных частиц, как они видны в электронный микроскоп, дает карти-
ну вируса как живой молекулы, где на спиральном стержне (he-
lix) нуклеиновой кислоты сидят, как зерна в колосе, протеиновые
частицы и между ними определенная доля липоидов. По центру
протягивается осевой канальчик, а поверхность покрыта собствен-
но оболочкой вируса. Такая структура была установлена и изуче-
на с помощью диффракции рентгеновых лучей прежде всего у
вируса табачной мозаики, и, по-видимому, она типична для всех
вирусов. Форма вирусных частиц определяется участком спирали
нуклеиновой кислоты и асимметричностью формы белковых и нук-
леиновых компонентов [82]. Число белковых частиц на веретено-
видной спирали вируса табачной мозаики составляло 44 на 68 А
,68
вирусной палочки. Смит и Хиллс [224, 225] наблюдали, что под
собственно оболочкой палочковидных вирусов проходит очень кру-
тая спираль нуклеиновой кислоты с зернами протеина. При об-
работке эти зерна отделяются с обоих концов, и этот процесс
напоминает выдергивание или разматывание нити из клубка. В ша-
ровидных вирусных частицах спираль нуклеиновой кислоты распо-
ложена таким образом, что окончательная форма частицы приоб-
ретает форму двадцатигранника. Некоторые виды вирусов можно
различать и по количеству белковых частичек, лежащих на гранях
икосаэдра.
Вильямс и Смит [315], затеняя частицы радужного вируса дол-
гоножки, показали, что они имеют икосаэдрическую форму, а
Смит и Хиллс [223] установили, что на вирусной частице размером
140 ммк с полостью внутри имеется 812 белковых частиц.
Болле [68] первым установил, что полиэдры являются не ка-
пельками жира, а белковыми частицами, в которых заключены ви-
русы. Последующие анализы позволили получить данные, кото-
рые Бергольд [45] обобщил в таблицы (табл. 2 и 3).
Таблица 2
Состав аминокислот полиэдров, вирусных оболочек и вирусных частиц
Borrelina bombycis
Аминокислоты Доля аминокислотного азота в % от всего азота образца
оболочки вирус полиэдры
Цистин и (или) цистеин 0,6 0,4 0,5
Аспарагиновая кислота 10,1 6,6 8,5
Глютаминовая кислота 4,1 3,5 7,8
Серин 6,9 6,2 2,8
Глицин 10,1 6,8* 4,0
Т реонин 4,7 6,2 2.9
Аланин 3,4 3,9 3,0
Тирозин 1,8 2,6 5.4
Метионин 1,3 1,4 1,8
Гистидин 0,6 0,9 4,9
Лизин 4,1 3,4 13,6
Аргинин Н.2 19,3 14,1
Валин 2,6 2.5 4,4
Пролин 2,7 3,2 4,7
Лейцин и изолейции 7,2 6.5 9,2
Фенилаланин 2,4 2.1 4,5
Триптофан ** ? ? 3,1
Гуминовый азот 19,6 ?
Азот ДНК 1,0 9.6 0
Всего 94,4 86,1 95,2
* Сделана поправка для глнцнна с гндролизованной нуклеиновой кислотой.
** Триптофан определен по методу Гордона и Митчелла.
69
Таблица 3
Состав полиэдров, полиэдренных белков и вирусных частиц
Borrelina bombycis (45)
Вещества Полиэдры Белок Вирус
Азот 14,73в—15,5С 14,5^— 14,29е 14,88—15,11/ 14,9-15,2/ 12,0/ 15,6/, 15,0j 14,53-15,81 13,92 13,9
Фосфор 0,191—0,234/, 4,243rf, 0,32е 0,22—0,35» 0.21,-0,79® 0,062/,, 0,064, 0,00-0,08/ 0,915
Кислоторастворимая фракция ДНК-Р РНК-Р Р 0,00-0,03» 0,05-0,12^ 0,07—0,14® 0,01—0,02 „ 0,00—0,04» 0,02—0,10®
Фракция нуклеиновых кислот Р днк-р РНК-Р N : Р С 0,10—0,17» 0,07—0,10® 0,00—0,09® 60-пь к 1 54,37,. [ 40,98—50,78/ 0,07—0,14» 0,06-0,11® 0,00—0,04» 245/, 51,67-52,33/ 15,2е
Н ! 7,02е [ 6,54-6,85/ 6,81-7,31/
S ( 1,48,, 0,92, 1 0,79л 0,83d
С1 0,075,
Зола f 1,51е 1 0,26-0,31/ 0,67-0,98/
Показатели даны в %, Ь— по Бертольду [38], с — по Бертольду и Вел-
лингтону [47], d— по Деню ль и др. [90], е — по Глезеру н Стенли,/—по
Икедо, g — по Ягихо и др., h — по Манунту.
Некоторые различия в данных о содержании фосфора объяс-
няются разными методами обработки материала, при которых ви-
русные палочки в полиэдрах были неодинакового возраста, трав-
ление и растворение проводились разными веществами и наконец
загрязнением белка полиэдров. Несмотря на это, влияние этих
различий на данные анализов минимально. Из таблицы Бертоль-
да и Веллингтона [47] отчетливо видна разница в составе оболоч-
ки полиэдров, целых полиэдров и собственно вирусных частиц.
70
Наиболее заметна разница в содержании глютаминовой кислоты,
глицина, тирозина, гистидина, лизина, аргинина и гуминового азо-
та. Элементарный анализ полиэдров, их белковой части без виру-
сов и чистых вирусов дает более сложную картину, однако это
зависит от различий в материале и методах, которые применялись
теми или другими авторами.
Брейндл и Иировец [72] установили, что тельца в полиэдрах не-
парного шелкопряда (Lymantria dispar) дают реакцию ДНК.
Позднее работы Грациа и др., а также Уайетта [320] показали, что
в ядерных вирусах имеется только ДНК и совершенно отсутству-
ет РНК, тогда как в цитоплазменных вирусах, наоборот, содер-
жится только РНК и полностью отсутствует ДНК.
Гершензон [116, 117] путем выделения РНК из тутового шелко-
пряда, зараженного ядерным полиэдрозом, и заражения нового
хозяина установил, что РНК из зараженной особи способна вы-
звать в здоровой особи ядерный полиэдроз — факт, говорящий
о сложных взаимосвязях обеих кислот в теле зараженного насе-
комого.
Кривенчик и Бергольд [154—157] изучали серологические реак-
ции между энтомопатогенными вирусами и белками полиэдрен-
ных вирусов, методами связывания комплемента и агаровой диф-
фузии. Было установлено, что антигены вирусов реагировали с
белковыми включениями слабее, чем антигены белков полиэдрен-
ных вирусов с вирусом. Имуппая сыворотка (антисерум) против
Birdia-вирусов реагировала только с соответствующими белками
полиэдров. Тем самым, очевидно, показана обоснованность таксо-
номических различий, предложенных ранее Вейзером [310]. Точно
так же изолированная сыворотка реагировала с белками грану-
лезных вирусов. На агаре было показано, что белки полиэдренных
вирусов участвуют по меньшей мере в двух общих антигенных
группах и образуют по одной собственной антигенной группе. По-
лиэдренные вирусы (Birdia) перепончатокрылых оказались пол-
ностью самостоятельными, не связанными с полиэдренными виру-
сами бабочек. Эти авторы установили также, что филогенетиче-
ское сродство хозяев не соответствует серологическому сродству
их вирусов. Сыворотка гемолимфы Neodiprion sertifer или Diprion
hercyniae не реагировала с полиэдренным белком их вирусов.
То же было установлено и для других ядерных полиэдренных ви-
русов. Отсутствие реакции показывает на незначительные связи
между гемолимфой и белковыми включениями. Дальнейшие ис-
следования Кривенчик и Бергольда [154] показали, что поверхност-
ная мембрана полиэдренных вирусов имеет иные антигенные свой-
ства, чем содержание полиэдров (белок без вирусных частиц). При
получении антигенов путем инъекции полиэдренных вирусов у
морских свинок образуется антиген оболочки, который не может
быть идентичным антигену белка полиэдренных вирусов.
Морфология и развитие энтомопатогенных вирусов. Упомяну-
тые ранее структуры палочковидных или шаровидных вирусных
71
частиц являются основными формами вирусов насекомых, причем
•шаровидные частицы содержат РНК, а палочковидные ДНК.
В процессе развития вируса в организме хозяина происходят опре-
деленные изменения этих основных форм. После заражения насе-
комого полиэдры вирусов растворяются в желудочном соке пище-
варительного тракта насекомого, вирусные частицы освобождают-
ся и постепенно распадаются на мелкие частицы, которые прони-
кают внутрь организма, разносятся гемолимфой по всему телу и
проникают в ткани. Здесь вирусы связываются с клетками хозяи-
на и их генетической основой [116]. В организме хозяина проис-
ходит увеличение числа частичек, обозначаемых как «провирус».
Доказательств этого процесса при помощи микроскопа не было
получено, но косвенным доказательством является то, что в этот
период гистологическими методами не удается обнаружить вирус
в хозяине и он не проявляется также при переносе на восприим-
чивого здорового хозяийа. Как показал Ямафуи и др. [324], а позд-
нее более детально выяснил Криг [150], при заражении насекомых
вирусом Borrelina bombycis в период между 3 и 5, а также между
11 и 13 часами после заражения происходит снижение вирулент-
ности гемолимфы хозяина. В этот период нельзя также обнару-
жить в теле насекомого даже единичных палочек вируса, однако
нуклеиновая кислота вируса уже связана с нуклеиновой кислотой
клетки хозяина. После этих периодов, которые Криг называет
эклипсами и которые в природе могут продолжаться очень долго
как скрытая инфекция, вновь образуется вирусная палочка. Па-
лочковидный вирус образуется в конце цикла почти одновременно
во всех зараженных тканях организма. Обнаружить на срезах раз-
ные по возрасту стадии можно лишь в крайне редких случаях.
Первые признаки развития вирусной болезни появляются в яд-
рах клеток, которые сильно изменяются; в ядре образуется круго-
вая зона и отчетливая хроматиновая сетка. На ультратонких сре-
зах в ячейках этой сетки можно обнаружить много структур,
природа которых до сего времени неясна. Между этими структу-
рами часто хорошо видны пузыревидные структуры, часто разо-
рванные на одном конце. На краях хроматиновой сетки можно ви-
деть палочки вирусов, расположенные по периферии или беспоря-
дочно рассеянные. Бергольд [45] указывает на наличие у этих
вирусных палочек тонкого жгутика или нити, которые, вероятно,
связаны с ориентацией вирусных палочек (helix). Вирусные части-
цы вначале мало контрастны, заключены в хорошо видимую обо-
лочку, которую называют собственно оболочкой (мембраной). За-
тем в середине появляются палочки, которые позднее приобретают
все более и более плотное строение, пока не заполнят весь объем
оболочки. На срезах можно обнаружить вирусные палочки, приле-
гающие по две и более друг к другу по всей длине, которые за-
ключены в другую оболочку, называемую оболочкой развития.
У разных видов полиэдренных вирусов в оболочке содержится
различное число вирусных палочек в пучках. Это число колеблется
72
от 1 до 24 (полиэдроз Borrelina galleriae) и характеризуется для
каждого вида определенным основным числом. В определенный
момент, когда еще далеко не все вирусные палочки собраны в
пучках, у одного из полюсов оболочки начинается отложение бел-
ков полиэдренного вируса. Иногда создается впечатление, что бел-
ки осаждаются из окружающей плазмы, которая истощается.
Оболочки расположены в полиэдрах не беспорядочно, а на более
или менее равных расстояниях друг от друга, их расположение зна-
чительно равномернее расположения ядер в плазме. В данном
случае речь идет не только о процессе «покрытия» вирусных па-
лочек белком полиэдров. Полиэдры обволакивают своим белком
лишь определенное число палочек, а затем дальнейшее нараста-
ние прекращается. Для полиэдров в большинстве случаев харак-
терны специфические размеры и форма. Белок полиэдров слага-
ется из частиц, которые на срезах образуют очень правильную
молекулярную решетку [45], центры ячеек которой удалены друг
от друга на 106X79 А. Вокруг полиэдров не образуется какой-ли-
бо новой пленочной оболочки, она возникает при контакте с внеш-
ней средой в результате денатурации поверхностных слоев про-
теина. Тем самым нарушается также симметричность строения мо-
лекулярной решетки.
Ряд структур, которые являются последовательными стадиями
развития полиэдренного вируса, обнаружен и при развитии ос-
тальных вирусов. Отдельные вирусная палочка или шарик в соб-
ственно оболочке соответствуют «оголенному» вирусу (вирусу без
оболочки). Оболочка развития с вирусной палочкой и белком на
поверхности соответствует частицам гранулезных вирусов. По-
лиэдр, как предельно сложная структура вирусов, является соб-
ственно образованием, в котором собрано большое число вирусов
гранулеза. Эти морфологические элементы являются признаком
общего происхождения энтомопатогенных вирусов, но наблюдения
с электронным микроскопом пока еще не позволяют изучить и опи-
сать весь сложный процесс развития вирусной частицы, в том чис-
ле стадии провируса, механизма возникновения оболочек разви-
тия, их отложения в полиэдрах и механизма завершения развития
полиэдров.
После проникновения в клетки хозяина вирус тесно связан с
органеллами клетки, так как и в этой невидимой форме он обес-
печивает защиту клетки от последующего проникновения в нее
другого (или того же) вируса [58]. Вероятно, возможно одновре-
менное заражение сразу двумя вирусами, так как Танада [263] на-
блюдал одновременное заражение Pseudaletia unipuncta полиэд-
розом и гранулезом.
Штейнхауз [246] наблюдал аналогичный случай у Nephelod.es
emmedonia Cran. Смит и Ксерос обнаружили смешанное зараже-
ние ядерным и цитоплазменным полиэдрозом у Pyrameis cardui L.,
другие авторы также указывают аналогичные примеры. В боль-
шинстве подобных случаев разными видами возбудителей бывают
73
заражены разные части тела насекомого. Одновременное зараже-
ние двумя видами вирусов одной клетки происходит в исключи-
тельно редких случаях уже и потому, что циклы развития (эк-
липсы) разных вирусов не совпадают по времени.
Дополнительное истощение вирусом клеток хозяина может по-
служить причиной индуцирующего влияния вирусных включений
на латентные инфекции. Танада [264, 265] показал, что инактиви-
рованный нагреванием полиэдренный вирус совки Pseudaletia uni-
puncta не способен вызвать гранулез, но в то же время инактиви-
рованный вирус гранулеза может активировать латентный поли-
эдроз. Здесь необходимо напомнить о некоторых синергистах
инсектицидов, которые действуют как вещества, блокирующие оп-
ределенные процессы метаболизма насекомых. Такое блокирова-
ние ослабляет те или другие функции организма насекомых, в
результате чего инсектицид оказывает намного более сильное дей-
ствие.
Исходя из этой аналогии можно сделать вывод, что пороговая
доза вирусов должна соответствовать массе поражаемого орга-
низма или хотя бы массе тканей хозяина, которую эти вирусы по-
ражают. Различным вирусам (даже одной и той же группы, типа)
свойственны свои, разные по уровню пороги острой инфекции.
Если достигнут этот порог, то неизбежна острая инфекция. Ес-
ли же доза инокулюма ниже порога, то возможно латентное тече-
ние болезни.
Понятие латентности [282] теоретически и практически не по-
лучило достаточного объяснения, хотя об этом много писалось.
Латентность представляют как подпороговое развитие инфекции,
которая, с одной стороны, сама не развивается и воспроизводится
лишь с элементами, с которыми связана при делении клеток, одна-
ко с другой — сразу или постепенно возникает в определенной кон-
центрации во всех тканях, а также переходит и в половые клетки
и передается потомству. Между вирусом и хозяином существует
равновесие, определяемое очень сложным комплексом условий.
Это равновесие можно нарушить различными факторами и тем
самым вызвать массовую вспышку болезни. К числу причин, вы-
зывающих такие нарушения равновесия, относятся воздействия
физическими или химическими факторами, пищей, родственными
вирусными белками, заражение близким вирусом или иным воз-
будителем.
Основным фактором, осложняющим изучение инфекций в их
латентном состоянии, является ничтожно малый размер вирусных
частиц или части провирусов и небольшие морфологические отли-
чия этих низших таксономических единиц, в связи с чем иденти-
фикация одного и того же вируса в двух разных хозяевах или двух
разных вирусов в одном хозяине представляет почти непреодоли-
мую трудность. Учитывая большую частоту заражения хозяев ла-
тентными вирусами, очень трудно установить, идентичен ли выде-
ленный после заражения вирус тому вирусу, которым заражался
74
этот хозяин. В связи с этим все сообщения о мутациях и генетике
вирусов следует принимать с большой осторожностью. Лишь не-
которые вирусы (например, полиэдры) можно различать на основе
характерной для них формы. Так, Гершензон [109] установил, что
Leucoma salicis L. поражается на Украине иной вирусной бо-
лезнью, чем, например, в Чехословакии. В то время как в Чехо-
словакии распространен вирус Borrelina stilpnotiae, описанный
Вейзером, Людвиком и Вебером, на Украине болезнь указанного
выше насекомого вызывается вирусом непарного шелкопряда (Ly-
mantria dispar L.) —Borrelina reprimens. Ваго и Атжер [292] до-
казали возможность культивирования энтомопатогенных вирусов
в их хозяевах и в куколках насекомых путем инъекции им инфек-
ционной жидкости, что позволило разработать методику перекрест-
ного заражения. Гершензон [102], применяя интрацелом ал ьную
инъекцию вирусов, получил перекрестную инфекцию с образова-
нием полиэдров первоначальных вирусов. Было установлено, что
в Antherea pernyi имеются полиэдры, одинаковые с полиэдрами
у A. yamamai Guer. и Saturnia pyri Den. Schiff. Таким образом,
как и в случае с Leucoma salicis L., можно путем определения ви-
русов получить ряд данных о взаимосвязи популяций вредителей
в разных биотопах. Смит [211], а также Смит и Ксерос [227—229]
установили возможность ряда перекрестных инфекций для ядер-
ных и цитоплазменпых вирусов. Так, ядерные полиэдры, выделен-
ные из Pyrameis cardui L., инфекциопны для Aglais urticae L., Va-
nessa io L., Phalera bucephala L., Arctia caja L., Sphinx populi L.,
по вместе с тем этот возбудитель не заражает некоторых других
насекомых. Очень специфичен в отношении восприимчивости к ви-
русным болезням тутовый шелкопряд, которого не удалось зара-
зить полиэдрами из непарного шелкопряда, монашенки, Telea ро-
lyphemus Cramer, Sphinx liqustri L., Sarnia ricini Boisd. и Panaxia
dominula L. Известно много других примеров успешного или не-
удачного переноса вирусов с одного хозяина на другого. Слож-
ность подобной ситуации очень затрудняет оценку результатов.
При отрицательных результатах необходимо помнить,’ что, кроме
свойств, которыми обладает вирус, решающее значение для зара-
жения может иметь также количество инфекционного начала, ста-
дия развития хозяина, способ его заражения, пища и т. д., поэто-
му полученные результаты можно оценивать лишь при сравнении
двух опытов, проведенных по абсолютно одинаковой методике и в
совершенно идентичных условиях. Систематическое (таксономиче-
ское) родство и сходство хозяев по кормовой специализации в та-
ких случаях не имеет решающего значения. Например, вирус не-
парного шелкопряда не переносится на близкий шелкопряду вид—
монашенку и обратно. Трудности заражения насекомых ядерными
полиэдрозами, их большая специфичность и отсутствие постоян-
ного положительного результата при искусственном заражении не
обязательно относятся ко всем видам и группам вирусов, так как,
например, нетрудно добиться заражения цитоплазменными вируса-
75
ми или радужным вирусом долгоножки, которые неспецифичны и
обычны.
Аналогично всем другим вирусам, развитие энтомопатогенных
вирусов в клетке хозяина зависит от ее активности и физиологиче-
ского состояния. В диапаузирующих, покоящихся организмах раз-
витие вирусов в клетках приостанавливается до начала весенней
жизнедеятельности. Сенгупта на тканевых культурах показал, что
только полностью жизнедеятельные, делящиеся клетки могут быть
заражены и в их ядрах образуются полиэдры, тогда как в старых,
отмирающих клетках совсем не образуется полиэдров. Исходя из
этого может быть особо оценена специфичная роль активаторов
латентных инфекций, которая не ограничена лишь усилением или
ослаблением вирулентности и патогенности возбудителя, а скорее
представляет собой чрезмерную активацию метаболизма, способ-
ствующую развитию вируса.
Исследования тканей гусениц с латентными полиэдрозами,
проведенные Гершензоном [ПО—112], показали, что полиэдры
прежде всего образуются в определенной небольшой группе ядер
и лишь по окончании этого первого цикла начинается общее забо-
левание. В некоторых случаях имеют место три и даже четыре
цикла. В ходе этого процесса происходит также постепенное раз-
множение и накопление вирусов в организме.
Инфекционность и вирулентность вирусов изменяется и в про-
цессе развития инфекции в одном хозяине или в одной популяции.
Многократными пассажами можно усилить вирулентность вирус-
ных возбудителей и отобрать их для определенного хозяина. Смир-
нов [206] повысил вирулентность старого музейного штамма ки-
шечного вируса рода Birdia из Neodiprion swainei с исходной
смертности, равной 8% До 90% (за то же время) при одном и
том же количестве инфекции.
Аналогичный результат получил и Вебер [304] на Borrelina gal-
lerias, который установил, что максимальная вирулентность дости-
галась после восьми пассажей. Полученные таким путем высоко-
вирулентные штаммы возбудителя, сохраняют эту вирулентность
длительное время, если проводится постоянный отбор наиболее
восприимчивых к болезни особей.
Риверс [198] в природных условиях обнаружил, что особи ка-
пустной белянки не в одинаковой степени восприимчивы к разным
штаммам вируса гранулеза. При сравнении гусениц из Англии
и Чехословакии чешские оказались намного устойчивее. То же
отмечено Оссовским [184] для полиэдроза Kotochalia junodi Heyl.
Мартиньони [173] и Бенц [35] установили аналогичные различия
для гранулеза Eucostna griseana Hbn., а Сидор — для цитоплаз-
менного полиэдроза капустной белянки. Определенную роль игра-
ет также состояние инфекционного материала и заражаемого хо-
зяина.
Заражение энтомопатогенными вирусами далеких видов-хозяев
очень редко удается.
76
Опыты с культивированием энтомопатогенных вирусов в хори-
онах зародышей куриных яиц привели лишь к определенному вы-
живанию вирусов в яйце, причем влияние среды привело также к
отбору мутантов, как доказал Айзава [17]. При культивировании
вирусов на тканях насекомых происходит размножение вирусов в
клетках фибробластов из фрагментов яичника или кишечного эпи-
телия [24]. Размножение полиэдров в культуре лимфоцитов туто-
вого шелкопряда впервые удалось Треджеру [279], а в 1935 г. Грейс
культивировал полиэдренный вирус в тканях яичника. Ваго и Шас-
танг и Мартиньони размножали полиэдры в тканевых культурах
разных видов насекомых. Сенгупта при культивировании вируса
на фибробластах из кишечника Galleria melonella добился мак-
симального развития на 10-й день после эксплантации на среде
Треджера. Чем старше была культура, тем меньше образовыва-
лось полиэдров.
Устойчивость вирусов. Некоторые данные об устойчивости ви-
русов показывают, что полиэдры в сухом состоянии остаются жиз-
неспособными 14 и более лет. Возбудители гранулезов и цитоплаз-
менных полиэдрозов способны сохранять жизнеспособность всего
3—4 года. По данным Танады [1959], вирусы выживали при тем-
пературе 70° С в течение 20—30 минут, а также после пребывания
в течение 15 минут в обычных (4%-ных) растворах формалина и
сулемы. Надежными дезинфицирующими средствами оказались
щелочи, которые растворяют полиэдры и гранулы. Для дезинфек-
ции от полиэдрозов достаточно 15-минутной обработки 30°/о-ной
трихлоруксуксной кислотой, или 1—2%-ными растворами NaOH,
или КОН, или же 5%-ным ИазРО* [45]. Свободные, оголенные
вирусные частицы утрачивают вирулентность при обычной комнат-
ной температуре уже через несколько часов, а при 4° С — через
2—3 недели [38]. Опыты Ватанабе и Айзава [8] с голым вирусом
тутового шелкопряда показали, что под влиянием температуры ви-
рус гибнет через сроки, указанные в таблице 4.
Таблица 4
Температура» °C Время до гибели Температура, °C Время до гибели
—25 24 дня 4- 45 1 день
-5 30 дней 4- 55 30 минут
4-37 5 дней 4- 60 10 минут
Приведенные данные соответствуют данным об устойчивости
других голых вирусов, как, например, вируса клеща Panonychus
citri [225]. Показатели имеют специфические пределы точности,
которые зависят от изменчивости материала и методики. В соот-
ветствии с этим инактивация вирусных суспензий и фильтратов
достигалась 1%-ными растворами NaOH или КОН, 2%-пыми ра-
створами ИагСОз, уксусной кислоты, трипсина или липазы. Инак-
77
тивируют такие суспензии и фильтраты также 0,1—0,5%-ным ра-
створом сулемы, 2%-ным фенолом, 1—2%-ным формалином. Сме-
шивание чистых вирусных культур с обычными антибиотиками не
вызывало какого-либо снижения* вирулентности.
Применение виростатических веществ в опытах с вирусом Вог-
relina galleria снижало процент успешных заражений. Некоторые
соли металлов обладают сильным виростатическим действием, и
их можно использовать для защиты насекомых от вирусных бо-
лезней. Очень хороший результат дают растворимые соли молиб-
дена (269] или никеля (117], вводимые гусеницам с пищей.
Выделение (изоляция) вирусных частиц. Диагностика вирус-
ных болезней основана на идентификации вирусных включений и
частиц. Для этого необходимо прежде всего уметь обнаружить и
охарактеризовать по морфологическим признакам исследуемый
материал в тканях хозяина. Изменения, происходящие в тканях
насекомых под воздействием вирусов, описаны в разделах, посвя-
щенных различным типам возбудителей. Наиболее распространен-
ные болезни, какими являются ядерные и цитоплазменные полиэд-
розы или гранулезы можно диагностировать под микроскопом по
массе полиэдров и включений, которых находят в пораженных тка-
нях, в жировом теле, в гиподерме, трахейной выстилке, а также
в кишечнике хозяина. Полиэдры и гранулы плохо окрашиваются
анилиновыми красками, особенно в жировом теле, поэтому мате-
риал перед окрашиванием необходимо обрабатывать слабой кис-
лотой или щелочью. Полиэдры и включения нерастворимы в воде,
даже в горячей, в естественных препаратах лежат на дне, тогда
как жировые капельки плавают на поверхности. В отличие от бел-
ковых частиц, имеющих подобные же свойства и расположенных
в жировом теле гусениц бабочек перед окукливанием, вирусные
частицы окрашиваются после обработки материала 1%-ным
NaOH или 2%-ным ЫагСО3 и видны внутри включений в виде
мелких темных точек. При определении вирусов очень важно точ-
ное определение гистологическими методами мест включений.
При выделении вирусов из насекомых обычно пользуются сле-
дующей методикой. Из тела зараженного насекомого выделяют
пораженные органы, которые размалывают и после гомогенизации
в миксере или в стеклянном гомогенизаторе оставляют в избытке
воды на короткий срок для бактериального разложения. Этим до-
стигается распад клеточных стенок и освобождение вирусных по-
лиэдров или гранул. После удаления остатков тканей с помощью
сита или отстаиванием производится очистка материала промыв-
кой в избытке воды с повторным центрифугированием. Конечный
чистый концентрат образует белый тонкий осадок на дне, кото-
рый можно отделить от жидкости центрифугированием при
3000 об/мин. Когда речь идет об однородном заболевании много-
численной популяции насекомых, целесообразно использовать для
выделения вируса большое число гусениц, так как в этом случае
при равных затратах труда на очистку и промывку можно полу-
78
чить гораздо более чистый материал. Из насекомых, больных гра-
нулезом, можно получить особенно чистый материал, выдавливая
из гусениц гемолимфу с массой гранул в пробирку с водой с по-
следующим центрифугированием при 7000—10 000 об/мин. Для
выделения очищенных голых вирусов или вирусных частиц из кле-
ток в начальной стадии заражения полиэдрозом применяется по-
добная же методика, но осадок после центрифугирования в тече-
ние 5 мин. при 2000—4000 об/мин не используют, а для дальней-
шей работы берут неосветленную жидкость над осадком. Эту
жидкость вновь центрифугируют в течение часа при 10 000—
15 000 об/мин, чем достигается осаждение вирусных частиц на дно
пробирок. После этого жидкость над осадком сливают, а осадок
вновь промывают в дистиллированной воде и снова центрифуги-
руют в течение часа при 10 000—15 000 об/мин. После декантации
осадок взбалтывают в небольшом количестве дистиллированной
воды (без СО2) и наносят на пленку сетки электронного микро-
скопа. Подобная методика применяется и при выделении полиэд-
ров для освобождения из них вирусных частиц. В этом случае
необходимо прежде всего определить количество щелочи, требую-
щееся для растворения белка полиэдров. Обычно на 5 мг чистых
полиэдров используют 1 см3 0,004—0,030 мк Na2CO3 с 0,05 мк
NaCL В таком растворе при периодическом перемешивании по-
лиэдры за 1—2 часа растворяются и образуется мутная жидкость,
которую центрифугируют в течение 5 минут при 2000—4000 об/мин.
Жидкость над осадком должна быть мутной, синеватого цвета, а
осадок не должен содержать белых частиц (нерастворившиеся по-
лиэдры). Эту жидкость вновь центрифугируют в течение часа при
10 000—15 000 об/мин, пока вирусные частицы не осядут на дно.
После этого осадок отделяют от жидкости, добавляют к нему та-
кое же количество свободной от СО2 дистиллированной воды и
снова центрифугируют в течение часа. По окончании центрифуги-
рования вирусный осадок должен иметь синевато-белый цвет. Пос-
ле слива воды осадок разводят в ’/7 первоначального объема во-
ды и просматривают под микроскопом. При этой методике выход
чистых вирусных палочек может достигать 3—5% от первоначаль-
ного веса полиэдров.
Подсемейство Borrelinoideae (Weiser)—
полиэдренные вирусы
В это подсемейство, характеризующееся наличием полиэдрен-
ных белковых включений, входят три главные группы вирусов, ко-
торые отличаются между собой по местонахождению в организме
хозяина и в его клетках.
Вирусы из рода Borrelina (Paillot, 1926) поражают ядра кле-
ток почти всех органов эктодермы и мезодермы, прежде всего яд-
ра клеток жирового тела, трахейных выстилок и гиподермы. Лишь
79
в более поздний период появляются включения в остальных тка-
нях. Вирусные частицы всегда палочковидные, заключены в обо-
лочки развития по одной или пучками. Полиэдры окрашиваются
лишь после обработки щелочами или кислотами.
Род Birdia (Weiser, 1958) включает вирусы, которые развива-
ются только в ядрах клеток кишечного эпителия (энтодермы) пе-
репончатокрылых, преимущественно пилильщиков. В других тка-
нях насекомых полиэдров этих вирусов не обнаруживали. Вирус-
ные частицы всегда палочковидные, собранные в пучки. Полиэд-
ры обладают свойствами, аналогичными свойствам вирусов пред-
шествующего рода.
Третья группа — род Smithia (Bergold, 1953). Вирусы образу-
ют полиэдры только в цитоплазме клеток кишечного эпителия.
Вирусные частицы шарообразные, никогда не палочковидные, рас-
положены в полиэдрах поодиночке, никогда не бывают собраны в
пучки или агломераты. Наличие ДНК у вирусов родов Borrelina
и Birdia соответствует их развитию в ядре и палочковидной фор-
ме. Наоборот, шарообразные вирусы рода Smithia развиваются
в цитоплазме и содержат РНК.
BORRELINA (PAILLOT 1926) — КЛАССИЧЕСКИЙ
ПОЛИЭДРОЗ ЖИРОВОГО ТЕЛА
Помимо названия, данного Пейо, в литературе встречаются
также другие названия этого рода: Polyedra [325], Polyhedrovirus,
Borrelinavirus (Эндрюс). Старые названия, как, например, Chla-
midozoon bombycis [195], не включали описания вирусов и в на-
стоящее время не применяются.
Исторический обзор. Еще Корналиа [81] наблюдал «зерныш-
ки»— полиэдры в лимфоцитах гусениц тутового шелкопряда.
Вахтл и Корнаут установили, что местом инфекции является жи-
ровое тело, а последующие исследователи дополнили описание
данными о поражении вирусом иных тканей. Провачек [195] впер-
вые установил, что полиэдры образуются в ядрах клеток. Уже в
то время Провачек наблюдал, что ядра пораженных клеток сильно
разбухают, хроматин в них сливается в одну массу и в его сетча-
той структуре появляются первые полиэдры. В дальнейшем про-
исходит разрастание полиэдров, число их увеличивается, ядро
разрушается и вся ткань превращается в жидкую массу, содержа-
щую полиэдры. Тот же автор установил, что фильтрат, прошедший
через фарфоровую свечу, остается патогенным. Возбудителя он
относил к Chlamidozoa, к которым в то время относили все виру-
сы. Полиэдры Провачек принимал за продукт инфекции, каковыми
являются включения трахомы или тельца Негри. Болле [68] в
1894—1898 гг. наблюдал, что полиэдры растворяются в желудоч-
ном соке кишечника насекомых аналогично тому, как они раство-
ряются в щелочах в пробирке. Эшерих и Мияджима [94] высказали
предположение, что полиэдры являются оболочкой вирусов. В опы-
80
тах с искусственным заражением фильтратом им ни разу не уда-
лось получить положительный результат. В 1918 г. Акква опуб-
ликовал в сборнике Института шелководства в Портичи статью
о проходе через фильтры вирусных частиц полиэдроза тутового
шелкопряда. В конкурсе на установление места нахождения виру-
сов в тканях хозяина приняли участие многие исследователи. Чеп-
мен и Глезер считали полиэдры телами, отличающимися по свето-
преломлению. Комарек и Брейпдл [144], Пейо [187—189] и другие
авторы, изучавшие вопрос о местонахождении вирусных частиц
в белке полиэдров установили, что масса полиэдров является не-
инфекционной оболочкой инфекционных вирусных палочек. В ра-
ботах некоторых авторов названию «вирус» не придавали значе-
ния, вкладываемого в него в настоящее время.
Определение Акква [5, 6] создает для нас затруднение, так как
оно характеризует с морфологической стороны вирус как особь,
как живой организм значительно полнее, нежели современные кон-
цепции о вирусах. После 1930 г. представление о вирусной при-
роде полиэдренных болезней стало общепринятым, и дальнейшие
доказательства, полученные Пейо и Грациа [193], а также Летье
[161], только дополнили уже известные факты. Окончательную яс-
ность в познание развития различных фаз вируса в ядре клетки—
одну из наиболее сложных проблем — внес Бергольд в 1947 г.,
наблюдавший вирусные частицы в электронный микроскоп.
Описание рода Borrelina. Вирусные палочки размером 20—
70X200—400 ммк собраны в пучки или поодиночке в оболочках
развития. Лежат разбросанно в белковой массе полиэдров разме-
ром от 0,5 до 15 мк. ДНК имеется, РНК отсутствует. Полиэдры
образуются в ядрах клеток жирового тела, подкожных соедини-
тельных тканей и трахейных выстилок. Пероральное заражение
только у некоторых особей приводит к острому поражению, а у
большинства зараженных насекомых вызывает латентную инфек-
цию, которая сохраняется в течение ряда поколений и лишь после
стимулирования (индукции) переходит в острую форму, заканчи-
вающуюся гибелью хозяина. Вирус трансовариально передается
потомству. Перекрестная инфекция возможна, видовая специализа-
ция не установлена. Эти вирусы — возбудители болезней бабочек.
Вирус, его морфология и развитие. Форма, в которой сохраня-
ются полиэдренпые вирусы в организме, неизвестна. Предполага-
ют, что это провирус, связанный с генетически активной частью
клетки хозяина. В начале острой инфекции происходит гипертро-
фия ядра клетки хозяина, хроматин соединяется в сомкнутую кор-
ку, которая растет, и в ее центре дифференцируется сетчатая хро-
матиновая масса, или строма [144], которая окружена свободным
пространством, переходящим в хроматиновый слой на внутренней
оболочке ядра. Центральная строма растет, хотя нет возможно-
сти доказать участие хроматина в образовании этой массы. По-
степенно все ядро заполняется сетчатой массой, и на концах об-
разующих ее волокон в электронный микроскоп видны тонкие фи-
6 Я. Вейзер
81
бриллы, которые гипертрофируются и постепенно превращаются
в волокна толщиной до 20 ммк. Вирусные палочки такой же фор-
мы появляются на периферии сетчатой массы и выдаются наружу
в зону, окружающую сетчатую строму [231]. Постепенно вирусные
палочки отделяются от периферии стромы, переходят в окружаю-
щую ее зону и более или менее равномерно распределяются в этом
свободном пространстве. В зависимости от вида вируса их длина
может быть от 10 до 400 ммк. Собственная оболочка палочки в
начале плохо различима, затем становится более ясно различимой,
палочки выравниваются, становятся одинаково широкими в раз-
ных частях зоны, и все они примерно одинакового размера. Даль-
нейшее развитие происходит у разных видов вирусов несколько
отлично. В тутовом шелкопряде одиночные вирусные палочки ос-
таются в плазме, и вокруг них постепенно накапливается белок
полиэдров [231]. Поэтому на срезах полиэдров тутового шелкопря-
да видны одиночные палочки. У других видов насекомых палочки
сгруппированы по 2 и больше. А в оболочке развития перед обра-
зованием полиэдров вирусные палочки группируются в большом
числе. В непарном шелкопряде вирусные палочки расположены в
оболочке развития по 2, 4, 5 или 7; Вебер и Розенберг нашли у
BorreUna galleria даже 24 палочки в одной оболочке. Несмотря
на то, что эту оболочку называют «оболочкой развития», ее функ-
ции неизвестны, и пока не имеется доказательств деления вирус-
ных палочек в оболочке. Группы по несколько палочек объединя-
ются в общую оболочку, но механизм этого объединения совершен-
но не изучен, так же как неизвестен фактор, ограничивающий
окончание процесса объединения палочек в группы, и фактор, ко-
торый определяет, будет ли происходить объединение палочек в
группы или образуются полиэдры. Полиэдры возникают из мел-
ких сгустков, которые откладываются друг на друга и постепенно
обволакивают оболочку развития с палочками вируса. Большин-
ство групп вирусов расположены внутри полиэдра на равных рас-
стояниях друг от друга, такая структура не может возникнуть в
результате одного лишь нарастания белка полиэдра в периферий-
ной зоне. Несомненно, возникающая структура полиэдров притя-
гивает к себе каким-то образом группы вирусных палочек и обво-
лакивает их. Возможно, конечно, что симметричное расположение
частиц происходит еще в слизистой массе полиэдров, до ее загус-
тения, а расстояние между группами вирусных палочек определя-
ется силами сцепления, осмоса и т- д. У вирусных палочекВогге-
lina botnbycis, находящихся в полиэдрах, видны оболочки, кото-
рые невидимы у свободных палочек. Дэй и др. [87] в местах рас-
положения этой оболочки обнаружили разрушение молекулярной
решетки, которая в остальной массе полиэдра очень симметрична
и хорошо заметна. Поверхностная оболочка полиэдра тако-
го же строения, как и остальная его масса, однако химически-
структурно она несколько изменена под влиянием внешней среды,
окисления, высыхания и т. п. Этим можно объяснить то, что при
82
растворении она удерживает протеин несколько иначе, чем осталь-
ная масса полиэдра, и наблюдается в виде тени на сетке элек-
тронного микроскопа. Кривенчик и Бергольд [155, 156] установили,
что поверхностная оболочка полиэдра имеет иные антигенные
свойства, чем протеин его внутренней части. Серологические ис-
следования этих авторов также подтвердили, что белки полиэдров
и вирусных частиц настолько различны, что у них нет общих свойств
и что белок полиэдра по существу не представляет собой пред-
шественника вирусных частиц.
Форма полиэдров определяется прежде всего самим вирусом.
Размеры полиэдров в значительной мере зависят и от хозяина-
насекомого, в котором развивается возбудитель. Гершензон дока-
зал, что при искусственном заражении вирусы сохраняют форму
полиэдров также и в новом хозяине. По форме полиэдров и числу
вирусных палочек в оболочках развития полпэдренные вирусы
можно различать лучше, чем по размеру палочек, определяемому
в электронном микроскопе. Айзава [13], пассируя полиэдры Bor-
relina bombycis в куколках тутового шелкопряда, добился изме-
нения формы полиэдров с гексагональной на тетрагональную, од-
нако в гусеницах такие полиэдры вновь изменяют форму на гек-
сагональную. Подобные мутанты отметил также Гершензон [115],
который идентифицировал полиэдры разных вирусов кристалло-
графическим способом. Он обрабатывал полиэдры 5%-ной карбо-,
ловой кислотой, а затем окрашивал карболфуксином, который хо-
рошо окрашивает углы и грани кристаллов. Можно сказать, что
тетраэдры типичны для монашенки, озимой совки (Euxorna sege-
tum Schiff.), Argynnis lathonia и других видов. Полиэдры в форме
гексаэдров обнаружены в Galleria melonella L., Dendrolimus pini
L., Sphinx ligustri L. Тетрагональные тритетраэдры присущи An-
ther ea pernyi Guer., боярышнице (Aporia crataegi L.), а ромбиче-
ские додекаэдры обычны для тутового шелкопряда. В непарном
шелкопряде основной формой полиэдров являются тетрагекса-
эдры.
Изменения формы полиэдров у мутантов и в разных видах на-
секомых зависят от изменений белков полиэдров, требующих раз-
личных условий для кристаллизации. Бергольд [45], обсуждая во-
прос об условиях, вызывающих образование паракристаллической
сетки полиэдра, пришел к выводу, что молекулы белка должны
в определенных местах иметь'цепочки, которые стремятся при-
влечь к себе другие молекулы, вследствие чего образуются разные
кристаллические структуры кристаллов полиэдров.
Местонахождение в хозяине, диагностика, экспериментальный
перенос вирусов. О размещении в хозяине других (не полиэдрен-
пых) стадий вирусов нет достаточных данных. При острой форме
болезни гипертрофические ядра с вирусными палочками и сетча-
тым хроматином появляются вначале в немногих клетках жирово-
го тела [НО]. В итоге распада таких клеток, их фагоцитоза и авто-
лиза происходит высвобождение вирусных палочек и вирус рас-
6*
83
пространяется по всему организму хозяина. Затем наступает
новый цикл развития, за которым могут следовать другие, и лишь
последний цикл приводит к гибели хозяина. Эти циклы наблюда-
ются и при искусственном заражении насекомых. Если для ряда
последующих заражений использовать гемолимфу больных гусе-
ниц, можно установить, что ее инфекционность заметно снижается
через определенные промежутки времени.
Интервал между вышеописанными циклами (эклипсами) при
25° С у Borrelina bombycis составляет около 7,5 часа [150]. Айзава
[16] наблюдал цикличность в развитии вируса на тканевой культу-
ре тутового шелкопряда, зараженной вирусом. Максимальный
титр вируса в лимфе при 25° С наблюдается через 100 часов после
заражения. Гершензон полагает, что во всех случаях, когда в яд-
рах имеются полиэдры одинакового размера, имеет место один
цикл; если же в разных клетках имеются полиэдры разного раз-
мера, должны быть два цикла развития. Обычно происходит бло-
када рецептора заражения. Промежуточная инфекция наблюдает-
ся лишь в том случае, когда интервал до нового заражения соот-
ветствует какому-либо эклипсу. На протяжении одного типа гос-
подствует полная гомотипическая интерференция.
Для полного уничтожения тканей насекомого, оканчивающего-
ся гибелью хозяина, необходимо определенное число полиэдров на
единицу ткани. Чем выше была инфекционная доза вируса, тем
меньше требуется циклов развития для его размножения до кри-
тической концентрации и тем короче инкубационный период —ог
заражения до гибели хозяина. Айзава [7] доказал, что инкубаци-
онный период сокращается с повышением температуры во время
опыта с искусственным заражением.
Классический полиэдроз практически поражает все ткани на-
секомых-хозяев. Прежде всего он появляется в жировом теле, в
трахейных матрицах и в подкожной соединительной ткани. С раз-
витием болезни полиэдры образуются также в ядрах клеток мы-
шечных тканей, нервной системы и в ядрах лимфоцитов. В ряде
случаев инфекцию можно обнаружить в зараженных лимфоцитах
из отрезанной ноги гусеницы. Зараженные гусеницы в большинст-
ве случаев выглядят слегка опухшими, посветлевшими и до по-
следнего момента продолжают питаться, потому что их кишечник
не поражен. Для обнаружения полиэдров следует выделить из
живых гусениц часть жирового тела или пучок тканей или же со-
скоблить ланцетом подкожную соединительную ткань и просмот-
реть их под микроскопом в физиологическом растворе. Полиэдры
хорошо заметны, особенно в трахеях и в соединительной ткани, и
менее заметны в жировом теле (мешают капельки жира). Для того
чтобы отличить полиэдры от капелек жира в исследуемый мате-
риал следует добавить несколько капель спиртового раствора
шарлаховой красной или Судана III, окрашивающих жиры в крас-
ный цвет. В сухих мазках, фиксированных метиловым спиртом,
жир не мешает, так как он растворяется и расплавляется. Кри-
84
сталлы уратов, которые освобождаются из растертых мальпигие-
вых сосудов и иногда мешают просмотру при диагнозе, следует
растворить в теплой воде, нагревая препарат с водой над пламе-
нем спиртовки. В тех случаях, когда в анализируемом материале
встречаются кристаллики белка, которые сопутствуют метаморфо-
зу насекомых (главным образом перед окукливанием и при окук-
ливании), необходимо прежде всего помнить, что такие кристал-
лики в отличие от полиэдров находятся вне ядра клетки хозяина.
Мазки и срезы, окрашенные по Гимза без предварительной обра-
ботки, сохраняют негативное отображение полиэдров в окружаю-
щей их окрашенной гемолимфе. Обработка материала 1%-ным
NaOH, 2%-ным КагСО3 или 1%-ной НС1 позволит видеть в сере-
дине полиэдров мелкие тельца, которые после промывки водой
окрашивают по Гимза виолет-красной. Подобные тельца (грану-
лы) отсутствуют в белковых включениях, имеющих характер за-
пасных веществ. В тени полиэдров (под микроскопом) видна свет-
лая зона, светящаяся так же равномерно, как и внутренняя. По-
лиэдры можно обнаружить также и в мертвых гусеницах через
много лет. Из выделенных полиэдров можно изолировать и изме-
рить палочки вирусов. В связи с тем, что разница в размерах па-
лочек разных видов вирусов незначительна, -диагноз необходимо
составить по всем признакам вирусных палочек, полиэдров и по
наблюдениям за ходом болезни. Правило Коха о том, чтобы вид
возбудителя был подтвержден восприимчивостью к нему иссле-
дуемого хозяина в случаях с полиэдрическими болезнями насеко-
мых, может быть выполнено далеко не всегда. Пероральное зара-
жение бывает успешным лишь для небольшого числа штаммов.
Лучший результат дают инъекции в полость тела, однако это не
физиологический прием. Более пригодны в диагнозе серологические
методы, применяемые Кривенчик и Бертольдом.
Большинство климатических факторов, ослабляющих жизне-
способность организмов, замедляющих или ускоряющих их мета-
болизм, влияют главным образом путем изменения свойств пищи
насекомых. Избыточно влажная или поврежденная морозом пища
приводит к ослаблению организма и возникновению септицемии,
которая провоцирует и полиэдроз. Истощение организма при не-
нормально длительной диапаузе является также одним из факто-
ров, вызывающих полиэдроз.
Типичным примером этого служит необычно высокий процент
заболевания полиэдрозом гусениц тутового шелкопряда, отродив-
шихся из грены, которая хранилась в холодильнике долгое время
после истечения срока нормального отрождения. Такое же прово-
кационное действие оказывает снижение температуры в период
развития гусениц первых возрастов.
Многочисленные исследования влияния состава пиши показа-
ли, что ухудшение качества корма провоцирует активацию латент-
ных вирусов, хотя не установлено, какие именно химические ве-
щества вызывают такое действие. Мак-Дональд наблюдал, что
85
Malacosoma disstria заболевает гораздо чаще, если обитает на
Betiila alba, Quercus rubra и Acer saccharum, где гусеницы имеют
корм в изобилии, чем на Populus tremuloides, где часто наблюда-
лось полное уничтожение всех листьев и, следовательно, происхо-
дило хотя бы частичное голодание гусениц. Ковачевич [145] отме-
чал более частое поражение полиэдрозом гусениц непарного шел-
копряда, которые обитали не на дубе, а на других породах. Шве-
цова [259] отметила, что гусеницы Antherea pernyi, питавшиеся
листьями дуба с низким содержанием азота и углеводов, реже за-
болевали полиэдрозом, нежели гусеницы, питавшиеся кормом, бо-
гатым этими веществами.
Химические вещества и их влияние на вирусные заболевания
исследуются уже с 1934 г., когда Венерозо впервые установил, что
загрязнение корма гусениц тутового шелкопряда фторидами при-
водит к ускоренному развитию полиэдроза. Это позднее подтвер-
дил также Ваго [282], который сочетал воздействие повышенной
температурой (4—5 дней при 30°С) и фтористым натрием. Ваго
[283] доказал, что в данном случае имеет место подавление экола-
зы фтором. Гершензон [113, 114] доказал, что химические вещества
активизируют не все латентные заболевания, и поэтому их нельзя
использовать для очистки от возбудителя экспериментально раз-
веденных подопытных насекомых. Ямафуджи и др. [324] сообщали
об образовании полиэдров в гусеницах тутового шелкопряда после
дачи им 7%-ного формалина, гидроксиламина, двуокиси и гидро-
окиси бария, азотнокислого калия или натрия и некоторых аммо-
нийных солей. Первоначально авторы полагали, что вирус образу-
ется под влиянием этих солей в результате подавления каталазы,
чем повышается концентрация перекиси водорода и окислов, кото-
рые усиливают обмен азотистых веществ. Осава добился образо-
вания полиэдров у 60% куколок Malacosoma neustria testacea пу-
тем инъекции 14 мг 5%-ного раствора перекиси водорода каждой
куколке. Все последующие опыты и проверки не смогли подтвер-
дить результатов опытов Ямафуджи [55, 147, 262]. Однако было
установлено, что названные ранее химикалии, даваемые в дозах,
близких к токсичным для шелкопряда, могут активировать ла-
тентные формы болезни во внешне здоровых гусеницах. Вместе
с тем во всех партиях, где происходило развитие болезни под вли-
янием химикалий, такое же развитие можно было вызвать и путем
воспитания насекомых в неблагоприятных условиях.
Во многих случаях в опытах наблюдалось возникновение поли-
эдроза после заражения насекомых «чужими» полиэдрами (т. е.
взятыми от другого вида). Например, непарный шелкопряд и Leu-
coma salicis заражались полиэдрозом кольчатого шелкопряда
(Malacosoma neustria) или златогузки (Euproctis chrysorrhoea).
При этом болезнь вызывалась не перенесенными от другого вида
полиэдрами, а собственной латентной инфекцией в результате ее
активации. Бергольд [42] обнаружил полиэдры у Choristoneura fu-
miferana после введения ей возбудителя гранулеза из Ch. rnurina-
86
па. Подобные случаи отмечались и после инъекции неспецифиче-
ских вирусов тутовому и непарному шелкопрядам, или Malacoso-
та disstria [44].
Аналогичные случаи описывает Танада [262] для репной белян-
ки при заражении ее вирусом, выделенным из Colias philodice
eurytheme.
В связи с тем что используемый для заражения материал
мог, помимо полиэдров, содержать также свободные палочки
или провирус другого вида, крайне трудно решить, происходила ли
в этих случаях активация чужим вирусом, заражение чужим виру-
сом или же под влиянием заражения повысился уровень специфи-
ческого вируса и болезнь из латентного состояния перешла в ост-
рую форму. Эта возможность дополнения специфического вируса
новым инфекционным материалом перорально в ряде случаев ис-
кажает результаты опытов с искусственным заражением мона-
шенки, тутового и непарного шелкопрядов. Лишь недавно Танада
доказал на примере заражения смесью вирусов полиэдроза и гра-
нулеза луговой совки (Pseudaletia unipuncta) [256], что эти возбу-
дители взаимно синергичны. Вирус гранулеза, инактивированный
нагреванием, способен усиливать неинактивированный полиэдрен-
ный вирус.
При изучении болезней насекомых, вызванных другими возбу-
дителями, в особенности бактериями или простейшими, можно
было показать, что и эти возбудители, действуя синергически, ак-
тивируют латентные полиэдрозы насекомых [309]. Особенно отчет-
ливо это было показано сочетанием микроспоридий и возбуди-
телей полиэдроза у кольчатого шелкопряда и златогузки.
Влияние химических веществ на вирусы полиэдроза. Мы уже
указывали на стерилизующее действие некоторых химикатов, ще-
лочей и кислот на вирусы в полиэдрах и на свободные вирусы в
теле насекомых. Помимо этих веществ, виростатическое действие
на вирусы в организме хозяина оказывают также некоторые соли
металлов. Гершензон [111] изучал действие некоторых веществ
на развитие полиэдроза тутового шелкопряда и установил, что у
нормально зимовавшей грены, чтобы существенно подавить раз-
витие полиэдроза, достаточно эффективны соли кальция или цин-
ка (CaClj или ZnSO4). Однако па передержанной грене эти соли
снизили частоту заболевания полиэдрозом лишь наполовину и
11,6—13% гусениц все же заболевало. Соли кобальта (0,05%-ный
раствор CoSO4 или Co(NO3)2) в той же популяции шелкопряда
снижали заболевание полиэдрозом на 25%. Аналогичную, а иног-
да и более высокую эффективность имеют соли никеля. Соли
эффективны лишь при пероральном введении вместе с пищей, инъек-
ция солей не предотвращает развитие острой формы болезни. Гер-
шензон [114] установил, что инъекция раствора CoSO4 предкукол-
кам тутового шелкопряда снижает интенсивность развития болез-
ни у гусениц первых возрастов в потомстве обработанных таким
образом особей. При скармливании гусеницам листьев, намочен-
87
пых в растворах солей, они поедались нормально и коконы, обра-
зованные гусеницами, были одинакового размера с контрольными
от гусениц, не получавших солей в корме. Тарасевич [273] обнару-
жила также ингибирующее действие фолиевой и глютаминовой
кислот и 2,6-диаминопурина. Виростатическое действие некоторых
веществ объясняется инактивацией оксидаз и снижением содержа-
ния нуклеиновых кислот (в особенности РНК) в клетках организ-
ма хозяина. Гершензон [118] продемонстрировал такое действие
пропилгалата на полиэдроз дубового шелкопряда (Antherea рег-
nyi) путем инъекции этого вещества в куколок. Реакция хозяина,
зараженного вирусом, под влиянием вводимых веществ, проявля-
ется также в дыхании. У гусениц Galleria после применения про-
пилгалата интенсивность дыхания понижалась на 58% против
нормы на 40 часов после инъекции.
Патогенность полиэдрозов. Нет единого способа определять
патогенность полиэдрозов для их хозяев. Некоторые виды возбу-
дителей являются непосредственно патогенными, и после скарм-
ливания насекомым пищи, смоченной суспензией полиэдров, сразу
происходит развитие острого полиэдроза, оканчивающееся ги-
белью хозяина. Инкубационный период в этих случаях длится в
зависимости от температуры от 3 до 8 дней. Время до гибели на-
секомых в популяции различно. В лабораторных популяциях основ-
ная масса насекомых гибнет на протяжении 10—14 дней после ги-
бели первых особей, причем максимальная смертность наблюда-
ется в течение 3 дней. Обычно в пораженной популяции погибает
от 90% почти до 100% особей.
Мертвые гусеницы очень быстро разлагаются, так как бак-
терии проникают в их тело и разрушают все ткани, так что содер-
жимое тела превращается в суспензию полиэдров, заключенную в
хитиновую оболочку. Кожный покров таких мертвых гусениц
очень легко разрывается даже при слабом прикосновении, и из гу-
сеницы вытекает коричневая жидкость. Мертвые гусеницы обычно
находятся на растениях в характерном положении — удерживают-
ся последней или первой парой ножек. Разложившиеся остатки
внутренних органов мертвой гусеницы стекают в нижнюю часть,
где образуется каплевидное утолщение, оболочка которого может
разорваться даже от ветра. При массовой гибели гусениц мона-
шенки или непарного шелкопряда от полиэдроза жидкость из
мертвых разложившихся гусениц стекает по ветвям и стволу
сплошными потеками. Полиэдры разносятся также различными
паразитическими мухами и другими организмами, питающимися
остатками гусениц и куколок. Такие случаи можно наблюдать на
больных полиэдрозом гусеницах ивовой волнянки. Мухи-тахины
разносят полиэдры на поверхности тела или с экскрементами, раз-
ные хищные насекомые, клещи или пауки также служат перенос-
чиками инфекции из мертвых гусениц.
Прилипшая к коре ветвей и стволов деревьев жидкость из
мертвых гусениц, содержащая полиэдры, очень долго сохраняется и
88
лишь постепенно смывается дождевой или талой водой и перено-
сится в другие места. Полиэдры очень устойчивы к воздействию
внешних факторов. Болле [68] хранил полиэдры тутового шелко-
пряда, которые были заразны в течение 25 лет. Штейнхауз [244]
установил, что 15 образцов полиэдров, хранившихся в холодиль-
нике, обладали такой же инфекционностью, как и первоначально.
Бергольд [44] сообщал, что вирус Borrelina bombycis не утратил
своей инфекционности после 9 лет. Вместе с тем Ватанабе уста-
новил, что высушенная жидкость из больных полиэдрозом гусениц
тутового шелкопряда утратила инфекционность через 3 года, а
Айзава [12] констатировал, что полиэдры, хранившиеся 37 лет в
эксикаторе, также утратили инфекционность. Повторное замора-
живание и оттаивание полиэдров тутового шелкопряда не влияло
на их жизнеспособность [39], так же как и их лиофилизация. Пре-
дельная устойчивость полиэдров к повышенным температурам
составляет 50—60° С (с отклонением у некоторых видов до 75° С)
при экспозиции в течение 10—15 минут. Следует указать, что один
и тот же материал, один и тот же вид вируса в различно приготов-
ленных препаратах обладает разной устойчивостью. Полиэдры не-
парного шелкопряда в сухой гемолимфе или в белковых остатках
возбудителя переносили 30-минутное нагревание до 100 и даже
120° С, а в свежей гемолимфе они инактивировались уже прй
70° С.
В природе на выживаемость вирусов большое влияние оказы-
вает солнечное излучение, в особенности его ультрафиолетовая
часть. Ватанабе установил, что двухчасовая экспозиция полиэд-
ров на солнце не влияла на их жизнеспособность, но в то же вре-
мя полуторачасовое облучение дуговой лампой понижало их ви-
рулентность. Облучение полиэдров в природе продолжается, есте-
ственно, многие дни и недели, и действие его суммируется.
Для успешного заражения необходима также и доза инфекции
выше пороговой. Эти дозы установлены лишь для некоторых ви-
дов вирусов (более подробно этот вопрос рассматривается при
описании отдельных вирусов). По данным Бергольда LDs0 для
Borrelina bombycis равна 2,5хЮ-е г вируса (600 000—1 200 000 по-
лиэдров). Для непарного и кольчатого шелкопряда или М. disstria
она составляет около 5 млн. полиэдров. Эти дозы безусловно дей-
ствительны только при определенной методике и для определен-
ных видов хозяина. Какое-либо иное их использование не реко-
мендуется во избежание нежелательных последствий.
Полиэдроз проявляется на разных фазах развития популяций
насекомых, но главным образом в период нарастания градации
(вспышки) до ее максимума и в период затухания вспышки раз-
множения.
Лабораторные популяции насекомых или промышленные вы-
кормки тутового шелкопряда следует приравнивать к фазе
максимума градации в развитии популяции. В эту фазу болезнь
всегда проявляется в острой форме, если размножаемая популя-
89
ция была заражена латентной, скрытой формой вируса (тутовый
и кольчатый шелкопряды, златогузка, американская белая бабоч-
ка, вощинная моль). В природных условиях в начале массового
размножения вида (начало градации) вирусы в большинстве слу-
чаев отсутствуют или же сохраняются в очень небольших, местных
очагах в ареале данного вида насекомого. Появляются вирусы в
период достижения популяцией максимума градации, главным об-
разом в период развития гусениц старших возрастов, а в следую-
щем поколении уже происходит массовая гибель особей, состав-
ляющих данную популяцию. В настоящее время можно считать
доказанной передачу вирусной инфекции потомству через яйцо,
хотя большой процент яиц, отложенных зараженными самками,
гибнет до отрождения гусениц. В некоторых случаях инфекция на-
ходится на оболочке яйца и гусеница заражается при отрожде-
нии. Такие яйца можно обеззаразить, промывая их 0,5%-ным ра-
створом NaOH или 10%-ным формалином в течение 5 минут.
Часть яиц от зараженных самок остается жизнеспособной и со-
храняет вирус, по-видимому, в форме провируса или палочек. Ди-
касова [91] обнаружила в яйцах шелкопряда образования, которые
она характеризует как полиэдры.
На вспышки размножения некоторых вредителей леса полиэд-
розы влияют настолько серьезно, что возникает вопрос, не являют-
ся ли интервалы между градациями непарного шелкопряда
(11 лет), монашенки или кольчатого шелкопряда периодом, в те-
чение которого полиэдренные вирусы сохраняют вирулентность в
биотопе, пока инфекционный материал почти полностью не смы-
вается дождем или не будет удален из биотопа с отпавшими ча-
стицами коры и т. п. В конце градации биотоп бывает сплошь за-
ражен полиэдрами и источником инфекции являются лесная под-
стилка и кора деревьев. В течение следующих двух лет этот
материал способен заразить и уничтожить новую развивающуюся
популяцию. В последующие годы число случаев заражения посте-
пенно сокращается, и наконец заражение совсем прекращается.
Переселившиеся из смежных биотопов в бывший очаг болезни
особи откладывают яйца, из которых развивается здоровая попу-
ляция. При дальнейшем размножении насекомых на вновь засе-
ленной площади происходят контакты отдельных особей с исклю-
чительно редкими, сохранившимися остатками полиэдров на ство-
лах деревьев и т. п., и постепенно создается ситуация с неуклонно
нарастающим латентным заражением. С увеличением числа кон-
тактов между особями в биотопе зараженность популяции воз-
растает и появляются первые случаи открытой инфекции. Сти-
мулом для массовой гибели всей популяции от полиэдроза являет-
ся не столько степень заражения популяции, сколько неблагопри-
ятные погодные условия. Когда погода остается нормальной, мас-
совая гибель насекомых может задержаться на год или больше.
Если же в критический период происходят резкие изменения пого-
ды— дожди, сильное похолодание и т. п., развитие болезни уско-
90
ряется и массовая вспышка происходит в тот же сезон. Иногда
при массовой гибели, небольшая часть гусениц все же выживает,
но влияние полиэдроза проявится в период зимовки яиц. В 1956 г.
в Плаштовце (ЧССР) наблюдалось массовое размножение попу-
ляции непарного шелкопряда, когда на одно дерево дуба или бу-
ка приходилось от 10 до 20 яйцекладок вредителя. Осенью на-
блюдалось очень сильное заражение популяции полиэдрозом, но
тем не менее происходила массовая откладка яиц. Следующей
весной из части яиц отродились гусеницы, но они вскоре все погиб-
ли еще в «зеркальцах». Из остальных яиц гусеницы вообще не от-
рождались. В итоге градация на этом закончилась и в зараженной
местности невозможно было найти хотя бы одну здоровую гусе-
ницу. Такое окончание градации не привело к массовому зараже-
нию среды вирусной инфекцией, но тем не менее этот район не был
вновь заселен из окрестных биотопов. Чугунин [84] наблюдал в
Крыму движение волны повышенного заражения полиэдрозом не-
парного шелкопряда в направлении преобладающих ветров.
В том же направлении прошла перед этим волна массового раз-
множения непарного шелкопряда.
Использование полиэдрозов и мероприятия по защите от поли-
эдроза- Известно очень много попыток исследователей ис-
пользовать полиэдроз как средство борьбы с различными вреди-
телями. Ружичка в период сильного размножения монашенки в
Чехии пытался собирать подстилку в лесах, где популяции вреди-
теля были сильно заражены полиэдрозом, для распространения
инфекции вируса в других заселенных монашенкой лесах. Не-
смотря на то что в этих опытах было использовано 10 т инфици-
рованного материала подстилки, какого-либо ощутимого резуль-
тата добиться не удалось. Комарек и Брейндл [144] описывали дру-
гой случай использования зараженной лесной подстилки для
распространения эпизоотии полиэдроза в лесах со здоровой попу-
ляцией монашенки. В результате произошло совмещение искусст-
венного заражения с естественно развивающейся эпизоотией, и
поэтому невозможно было точно оценить эффективность проведен-
ного мероприятия. Эти же авторы проводили и авиационное опры-
скивание лесов суспензией полиэдров с целью ускорения развития
эпизоотии, но достигли лишь латентного заражения популяции, а
в острой форме болезнь не проявилась.
Некоторые возбудители полиэдрозов обладают высокой виру-
лентностью и вызывают, как правило, острую форму болезни. Так,
Штейнхауз и Томпсон [256, 257, 275, 277] получили превосходные
результаты, применив вирус полиэдроза против Colias philodice
eurytheme, однако те же методы не дали результата против мона-
шенки. Указанные авторы на опытных площадях устанавливали
100%-ную смертность гусениц через 5 дней после применения воз-
будителя болезни. Подобный результат получили также Оссовский
[186] на Kotochalia junodis и Мак-Ивен [165] на Trichoplusia ni,
причем в их опытах для обработки 0,4 га было достаточно суспен-
91
зии полиэдров всего из одной гусеницы. В ряде подобных опы-
тов с другими вирусами были получены лишь скромные результа-
ты (опыты с вирусами Thaumetopoea pityocampa [122], американ-
ской белой бабочкой [168], златогузкой и кольчатым шелкопря-
дом). В опытах с ивовой волнянкой (Leucoma salicis) была до-
стигнута 50%-ная смертность гусениц. Во всех указанных случаях
искусственное заражение проводилось в уже латентно заражен-
ных популяциях. Возможно применение вирусов полиэдроза в
природе в два приема: во-первых, чтобы вызвать массовое зара-
жение популяции, и, во-вторых, для перевода латентной формы
болезни в острую. Ни для одного из мероприятий пока нет доста-
точных предпосылок. Нам представляется еще две практические
возможности. Первая возможность — интродукция вирусов при-
менительно к новому хозяину из географически отдаленных обла-
стей. Такие примеры в природе еще неизвестны, хотя эпизоотии
могли пройти незамеченными. При распространении американской
белой бабочки в Центральной Европе произошел перенос местной
формы полиэдроза на этого вредителя. Болезнь проявилась и 1—
2 сезона была важным фактором, ограничивающим размножение
бабочки. Однако эта болезнь не смогла уничтожить популяцию
вредителя и в дальнейшем полиэдроз американской белой бабоч-
ки по значимости уступил другим болезням. Недостаточный эф-
фект одного изученного случая безусловно не может служить при-
чиной отказа в дальнейшем от проверки подобных методов ис-
пользования интродуцированных возбудителей полиэдроза на дру-
гих хозяевах и при иных условиях.
Вторая возможность — прогноз развития определенных видов
вредителей по их зараженности вирусами. Яйца таких вредите-
лей, как непарный шелкопряд или монашенка, в лабораторных
условиях можно побудить к развитию намного раньше, чем в при-
роде, что даст возможность по гусеницам 1—2-го возраста опре-
делить степень заражения природной популяции полиэдрозом.
Имеющийся в настоящее время опыт свидетельствует, что популя-
ции, в которых, по лабораторным данным, 40—50% особей зара-
жено полиэдрозом, погибают в течение лета полностью, и, следо-
вательно, в таких случаях нет необходимости в проведении хими-
ческой борьбы.
Защита от полиэдроза выращиваемых полезных бабочек требует
применения отбора, провокационных мероприятий и хемотерапии
для уничтожения очагов инфекции. Уже зараженные популяции
оздоровить очень трудно. В этих случаях необходимо проводить
воспитание гусениц в других продезинфицированных высокой тем-
пературой или химикалиями (щелочами) и соответствующим
образом оборудованных помещениях, используя здоровый исход-
ный материал — грену, отобранную камерально, по методу Пасте-
ра, предложенному для борьбы с пебриной тутового шелкопряда.
Яйца насекомых, которые предназначены для последующего вос-
питания, необходимо с поверхности продезинфицировать хими-
92
катами, используя для этого 5%-ный раствор NaOH или 10%-ный
фенол. Для этой цели яйца, помещенные в мешочек из газовой тка-
ни, погружают в один из указанных растворов на 5 минут, следя
за тем, чтобы все яйца были хорошо смочены. После погружения
яйца промывают водой, подсушивают на лигнине и затем перено-
сят в соответствующее место для отрождения гусениц. Летье [161]
применял для той же цели погружение яиц в 2,5%-ный формалин
на 30 минут, а Бергольд [37] рекомендует использовать 30%-ный
раствор трихлоруксусной кислоты с длительностью экспозиции
15—20 минут. Часть продезинфицированной грены хранят в хо-
лодильнике, позволяя гусеницам отрождаться лишь через 160—•
180 дней, чтобы установить процент латентно зараженных гусе-
ниц. В течение всего периода воспитания гусениц за ними ведутся
наблюдения, все случаи гибели гусениц исследуются, а погибших
гусениц немедленно удаляют с последующей дезинфекцией. На не-
которую часть гусениц следует воздействовать химическими веще-
ствами, провоцирующими быстрое развитие болезни, остальной ча-
сти гусениц дают корм, обработанный солями кобальта или ни-
келя. По гусеницам, подвергнутым провокационной обработке,
определяют процент зараженных скрытой формой вируса, а при-
менение солей кобальта и никеля подавляет полиэдроз среди ос-
новной массы популяции. Через 2—3 поколения можно отобрать
кладки яиц от самок, происходящих из популяции, в которой даже
методом провокации не выявлен полиэдроз. После 4—5 подоб-
ных циклов можно получить линию с минимальной заражен-
ностью.
Для того чтобы все оборудование, предназначенное для разве-
дения насекомых, было очищено от остатков полиэдров, следует
использовать для грены каждый раз новые бумажные изоляторы,
подстилку и коробочки, которые после использования сжигают.
Для дезинфекции остального оборудования используют 0,5—
1%-ную щелочь, 2%-ный раствор соды, фумигацию парами фор-
малина, обработку трихлоруксусной кислотой или нашатырным
спиртом.
Обзор некоторых болезней. По данным обзора, составленного
хМартиньони и Ленгстоном [174], известно 80 болезней бабочек, вы-
зываемых полиэдренными вирусами, но, к сожалению, для боль-
шинства из них нет подробных данных о возбудителях и о самой
болезни. Возможно, что часть приведенных названий этих возбу-
дителей окажется синонимами, так же как не исключено наличие
возбудителей разных болезней, характеризующихся одинаковы-
ми признаками у одного и того же хозяина. В дальнейшем приве-
дены описания только тех болезней, которые были относительно
хорошо изучены и вызывают серьезные заболевания насекомых.
Более подробные биологические данные об остальных болезнях
насекомых, вызываемых полиэдренными вирусами, содержатся
в работе Мартиньони и Ленгстона.
93
Полиэдроз тутового шелкопряда
(Bombух mori L.)
Эта болезнь шелкопряда издавна известна под различными на-
званиями: grasserie — во Франции, giallume — в Италии, Gelb-
sucht — в Германии, желтуха — в России. Все эти названия свя-
заны с внешним видом тканей больных гусениц, напоминающих
жирную пасту, или с интенсивно желтой их окраской.
Болезнь проявляется в неравномерном росте гусениц тутового
шелкопряда в одной и той же популяции; больные гусеницы не
питаются и постепенно перестают двигаться. Непосредственно пе-
ред гибелью гусеницы становятся желтыми и даже коричневыми,
их оболочки становятся блестящими, а содержимое тела — мут-
ным. Тургор ослабевает, а содержимое тела превращается в жел-
тую жидкость, заполняющую оболочку гусеницы. Кишечник гусе-
ницы не распадается, как остальные органы, и на срезах даже пе-
ред гибелью гусениц можно обнаружить массовое проникновение
бактерий в клетки и межклеточное пространство эпителия. Бакте-
рии после гибели гусениц вызывают быструю септицемию и рас-
пад тканей. Эти бактерии ранее принимали за вирус.
Возбудителем болезни является вирус Borrelina bombycis Pail-
lot, палочки которого впервые обнаружил Бергольд [39]. Синони-
мы этого вируса: Chlamydozoon bombycis Prowazek, Crystalloplas-
ma polyedricum Prell, Polyedra bombycis Zdanov.
Полиэдры Borrelina bombycis в проекции шестигранные, хоро-
шо различимы и достаточно четко ограничены острыми гранями.
Их кристаллическая форма близка к ромбическому додекаэдру.
Средний диаметр полиэдров обычно около 5 мк, но колеблется от
2 до 15 мк. Общим признаком является то, что полиэдры располо-
жены поодиночке (нечто подобное свойственно полиэдрам цито-
плазменного полиэдроза Tineola biselliella); по этому признаку их
легко определять. Внутри полиэдров находятся расположенные
поодиночке палочковидные вирусные тельца длиной 279 ммк и
шириной 40 ммк. Морган и др. [179] на микросрезах показали, что
вирусные палочки заключены в индивидуальную оболочку — мем-
брану, белок которой по своей плотности отличается от белка соб-
ственно палочки. Между вирусной палочкой и окружающей ее
оболочкой имеется пространство в 30—40 ммк. Айзава заражал
большую вощинную моль (Galleria melonella) вирусом Borrelina
bombycis и этим добился изменения формы полиэдров.
Белок полиэдров растворяется в 0,006 М Ка2СОз, давая одно-
родный нуклеопротеид с молекулярным весом 378 000 и удельным
весом 1,35. Паракристаллическая решетка состоит из эллиптиче-
ских макромолекул, длина которых (по большой оси) равна 180 А.
Свойства полиэдров были описаны ранее.
Бергольд [38] установил, что полиэдры Borrelina bombycis пе-
реносят воздействие на них в течение 15 минут следующими веще-
ствами: ацетон, эфир, формалин (даже 30%-ной концентрации),
94
5%-ная карболовая кислота, 5%-ная сулема, 70%-ный спирт и
спиртовой раствор сулемы. Полиэдры не утратили вирулентности
после 22 месяцев хранения в водной суспензии разлагающихся
органов насекомых, в 0,85%-ном растворе соли при 4° С, в смеси
глицерина и 1%-ного раствора NaCl. В кипящей воде полиэдры
погибают через 10 минут.
При пероральном введении насекомым очищенных полиэдров
болезнь проявляется после 6—8-дневного инкубационного перио-
да, а гибель зараженных особей происходит через 10—14 дней.
Путем систематически повторяемых введений можно добиться за-
ражения полости тела. В сравнении с дозой 5Х10-5 г полиэдров
при пероральном их введении в организм насекомого интрапери-
тональная доза составляет только 4Х10~13 г полиэдров на одну
гусеницу.
К болезни восприимчивы гусеницы первых возрастов. Вспышка
болезни всегда происходит перед линькой гусениц. Гусеницы сра-
зу после линьки наиболее восприимчивы к болезни. При перораль-
ном заражении наиболее восприимчивым к этой болезни хозяином
является тутовый шелкопряд. Другие виды бабочек заражаются
лишь с трудом. Гершензон [102] с успехом заражал интраперито-
нально Papilio podalirius L., Aglais urticae L., Vanessa atalanta
L., Orgyia antiqua L., Acronycta aceris L., Biston hirtaria Clerk и
Opistographis luteolata, но ему не удалось заразить Antherea per-
nyi Guer., Saturnia pyri Den. Schiff., Pieris brassicae L., Sphinx
pinastri L., Sphinx ligustri L., Dendrolimus pini L., Macrothylacia
rubi L. Cochlidon limacodes, а также кольчатого и непарного шел-
копряда, златогузку, ивовую волнянку, медведицу и яблонную
моль. Возможно, что в дальнейшем при использовании иного ин-
фекционного материала или других стадий развития будет доказа-
на инфекционность Borrelina bombycis и в отношении тех видов
насекомых, для которых Гершензон получил отрицательный ре-
зультат.
Из условий, приводящих к массовому развитию полиэдроза
шелкопряда, следует указать также использование старого, не
обеззараженного оборудования, «запаривание» гусениц при вре-
менном недостатке воздуха под большим слоем листьев, кормле-
ние увядшими, пораженными бактериями и старыми листьями.
Большой процент поражения бывает у гусениц, отродившихся из
передержанной (осенней) грены. Болезнь распространена везде,
где разводят шелковичного червя.
Полиэдроз монашенки
(Lymantria monacha L.).
Полиэдроз монашенки сыграл, по-видимому, самую значи-
тельную роль в истории изучения полиэдренных болезней насеко-
мых, особенно в период получения морфологических и гистологи-
ческих данных. Современный уровень наших знаний об этом виру-
95
се несколько ниже уровня знаний о других болезнях; это объяс-
няется тем, что в последние годы не происходило таких катастро-
фических вспышек массового размножения монашенки, которые
имели место раньше.
Это заболевание известно под названием «вершинная болезнь»
монашенки. Название связано с тем, что зараженные гусеницы
перед гибелью вползают на верхние ветви дерева, прикрепляются
паутинкой ножками к ветвям и после гибели остаются целыми
скоплениями висеть вниз головой, представляя собственно мешоч-
ки, наполненные жидкостью с полиэдрами. Здоровые гусеницы в
это время держатся на нижерасположенных ветвях. Это создает
впечатление, что болезнь проявилась только на верхних ветвях, где
и гибнут все находящиеся там гусеницы. Такое специфичное по-
ведение при болезни наблюдается не только у монашенки, но и
при полиэдрозе гусениц кольчатого шелкопряда. Объясняется это
ежедневными миграциями гусениц по веткам дерева. На ночь все
гусеницы заползают на верхние ветки дерева, где они собираются
на концах веток. С наступлением утра и до полудня гусеницы
сползают вниз к развилкам ветвей. Больные гусеницы прикрепля-
ют себя паутинкой за ножки к ветке и всей колонией держатся так
всю холодную ночь, однако утром с потеплением они уже неспо-
собны освободиться от паутинки и остаются висеть на конце вет-
ки. То же явление повторяется в следующие ночи, и число мерт-
вых гусениц на верхушках деревьев все возрастает. Заболевшие
гусеницы внешне мало отличаются от здоровых, если не считать
заметного блеска и вздутия покровов. Лишь непосредственно пе-
ред гибелью гусеницы внезапно теряют подвижность и, как указы-
валось, остаются висеть вниз головой на ветке, зацепившись по-
следней парой ног. В течение суток после гибели гусеницы содер-
жимое ее тела превращается в коричневатую жидкость. Шкурка
гусеницы становится очень хрупкой и разрывается даже от легко-
го прикосновения.
К заражению восприимчивы все стадии развития — от гусениц
первых возрастов до куколок, в слабой степени заражение пере-
дается даже бабочкам. Ружичка [200] наблюдал, что больные сам-
ки шелкопряда откладывают яйца на нижнюю часть ствола, так
как они настолько ослабевают, что не в состоянии подняться выше,
в крону. При анализе большого числа особей во время массовых
вспышек размножения монашенки обнаруживают полиэдры виру-
са в ядрах клеток куколок [125].
Возбудителем болезни первоначально считали Bacterium топа-
chae Tubeuf [281], который сопутствует полиэдрозу, вызывая после
гибели гусеницы септицемию некоторых органов. Исследованиями
Комарека и Брейндла [143, 144] было установлено, что внутри по-
лиэдров монашенки имеются шаровидные тельца, которые по сис-
теме Провачека относятся к Chlamydozoa (болезни, вызываемые
невидимыми, фильтрующимися факторами). Оба автора разрабо-
тали методы окрашивания оболочки развития в полиэдрах с ви-
96
русными тельцами. Для окрашивания применяли соду с раство-
ром Гимза. Наличие вирусов в полиэдрах монашенки было дока-
зано путем инъекции очищенных полиэдров в гемолимфу. Эту
возможность теоретически предсказали Эшерих и Мияджима еще
в 1911 г. [94]. Комарек и Брейндл в 1923 г. [143] наблюдали хро-
матиновую строму, из которой образуются вирусные включения.
Щелочным раствором Гимза им удалось окрасить в зоне, окру-
жающей строму, скопления мелких частичек, которые они приня-
ли за вирусы (вирусные скопления в оболочке развития), считали
их тождественными с тельцами, окрашивающимися внутри поли-
эдров, сравнивая их с включениями при трахоме. Авторам уда-
лось растворить полиэдры в гемолимфе Macrothylacia rubi L.—
насекомого, невосприимчивого к этому вирусу. Ими описана мор-
фология полиэдров монашенки, в особенности типичных четырех-
гранных со сглаженными гранями. Полиэдры были приняты за
покоящуюся, устойчивую стадию вируса. В 1924 г. была осуще-
ствлена фильтрация жидкости из мертвых гусениц сначала через
бумажные, а затем через бактериологические фарфоровые фильт-
ры. Установлено, что фильтрат вызывал заболевание как при пе-
роральном введении, так и интраперитонально — интралимфаль-
но. Бергольд в 1947 г. с помощью электронного микроскопа обна-
ружил вирусные палочки, а Холмс [128] предложил для этого виру-
са название Borrelina efficiens.
Вирусные палочки размером 57X350 ммк расположены в по-
лиэдрах в многочисленных пучках по 2—4 палочки в общей обо-
лочке развития. Полиэдры имеют тетраэдрическую и кубическую
форму с выпуклыми гранями. Их размеры от 2,5 до 10 мк, в сред-
нем около 4 мк. Растворимость такая же, как и у протеина туто-
вого шелкопряда, нуклеопротеиды мало чем отличаются (молеку-
лярный вес 336 000). Устойчивость к различным факторам и дру-
гие свойства Borrelina efficiens Holmes [128] существенно не отли-
чаются от свойств вируса тутового шелкопряда.
Пероральное заражение удается в лабораторных условиях. Ин-
кубационный период длится 7 дней, а через 4—6 недель возникает
острая форма болезни. Во многих случаях болезнь остается в ла-
тентной форме. Инъекция свободных вирусов в гемолимфу повы-
шает смертность подопытных насекомых. Примерная LDsq=
= 5Х10-5 г при введении полиэдров с кормом и 4Х10-13 г при
инъекции [47]. Болезнь довольно специфична для монашенки, од-
нако в связи с тем. что в последние годы исследований не велось,
другие хозяева неизвестны.
Значение полиэдроза как биологического средства борьбы про-
тив монашенки получило всеобщее признание после массовых эпи-
зоотий вредителя, вызванных полиэдрозом на всей территории его
массового размножения в средней Европе в 1898—1900 гг. и в
1917—1927 гг. Последний раз полиэдроз послужил причиной пере-
лома в массовом размножении монашенки в период ее градации
в 1937—1941 гг. в Чехословакии.
7 Я. Вейзер
97
Ружичка [199] и Комарек пытались ускорить развитие эпизоо-
тии монашенки путем внесения инфекционного материала в леса
со здоровой популяцией этого вредителя. Помимо разбрасывания
собранной в лесах загрязненной полиэдрами подстилки, они вы-
пускали в леса гусениц, искусственно зараженных полиэдрозом.
С помощью специальной пушки они «выстреливали» в кроны де-
ревьев смесь подстилки с полиэдрами. Результаты этих опытов
оказались неудовлетворительными, процент зараженных гусениц
был очень невелик, отмечена гибель небольшой части гусениц на
земле, что, однако, объясняется недостатком пищи, так как листья
были объедены полностью.
В связи с тем что диагноз полиэдроза для куколок и бабочек
монашенки очень сложен, а для яиц практически невозможен, про-
гнозирование развития болезни в наступающем году возможно по
гусеницам, выведенным в лаборатории из яиц, собранных в лесах.
Этот метод в 1943 г. предложил Бергольд [38], исследовавший зи-
мой гусениц 2—3-го возраста, выведенных из яиц, собранных в ле-
су, и установивший сильное развитие полиэдроза. Несмотря на то.
что затем с наступлением весны, в ловчих поясах собиралось по
200 гусениц на одно дерево, массового размножения монашенки
не произошло без какого-либо вмешательства человека. Из 4000 со-
бранных в лесу контрольных гусениц ни одна не дожила до 4 го
возраста. Такой же случай зарегистрирован нами при последней
градации монашенки в Румынии. Анализ гусениц 2-го возраста,
выведенных зимой из яиц, собранных в разных местах обитания
вредителя, показал, что они были заражены полиэдрозом более
чем на 46%- Такая степень заражения достаточна для того, что-
бы можно было ожидать перелома в массовом размножении. Так
и произошло в действительности — массовой вспышки размноже-
ния вредителя не было.
В ряде случаев при химической борьбе с монашенкой изучалось
влияние инсектицидов на развитие полиэдроза. Еще опытами Ко-
марека [142] было установлено, что применение соединений мышь-
яка уменьшает роль полиэдроза как фактора, ограничивающего
численность вредителя. Аналогичное влияние оказывают и кон-
тактные инсектициды.
Даже при невысокой численности монашенки, которая имела
место в лесах Чехословакии с 1930 по 1960 гг., полиэдрозом было
заражено до 60% редко встречающихся гусениц. В настоящее вре-
мя полиэдроз повсеместно сопутствует его хозяину — монашенке.
Полиэдроз непарного шелкопряда
(Lymantria dispar L.)
Эта болезнь изучалась в Европе параллельно с полиэдрозом
монашенки, и многие авторы считали их идентичными. Наиболее
ранние данные приведены в работах Эшериха и Мияджимы [91],
Эшериха [93] и других авторов. В связи с тем что на полиэдроз
98
возлагались надежды американских энтомологов в борьбе с не-
парным шелкопрядом, завезенным в США, исследованиям этой
болезни уделялось очень большое внимание.
Рейф путем разбрасывания мертвых гусениц распространял
инфекцию полиэдроза в лесах штата Массачусетс, хотя еще и не
знал характера этой болезни. Чепмен и Глезер в 1912—1916 гг.
изучали новую болезнь, и Глезеру [120] путем фильтрации гемо-
лимфы удалось получить инфекционный вирус. Глезер не считал
полиэдры существенной частью инфекции. Симптомы болезни у
непарного шелкопряда и у монашенки очень сходны. Внешний вид
больных гусениц, почти до их гибели, мало изменяется, а после
гибели гусеницы быстро разлагаются. Мертвые гусеницы также
остаются висеть на растениях, цепляясь парой передних или зад-
них, а часто также и средних ног.
Бергольд [39, 41] установил, что возбудитель болезни—палоч-
ковидный вирус длиной 300 ммк и шириной 41 ммк. Холмс [128]
дал вирусу название Borrelina reprimens. Преобладающая форма
полиэдров в проекции — пятиугольник с тупыми углами, разме-
ром 5—6 и до 10 мк. Вирусные палочки собраны в оболочках раз-
вития пучками до 8 штук, чаще до 4—5. Смит и Ксерос [231] об-
ратили внимание на то, что в некоторых полиэдрах (после их
травления) полностью отсутствуют пучки вирусных палочек. Ксе-
рос [316] детально изучил процесс образования сетчатой стромы
и возникновения из нее полиэдров и вирусных палочек.
Морган и др. [179] на серийных срезах полиэдров непарного
шелкопряда установили, что оболочки развития замкнуты со всех
сторон и что на срезах размер вирусных палочек в отличие от
установленного по обработанным препаратам составляет 280Х18—
—22 ммк. Растворимость полиэдров в 0,008 М Na2CO3 ниже, чем у
предыдущих двух видов, а нуклеопротеид имеет молекулярный
вес 276 000. Остальные свойства этого вируса такие же, как и у
двух предыдущих. Смит и Ксерос [231] при обработке полиэдров
щелочами довольно часто обнаруживали вирусные палочки вдвое
короче обычных и предположили возможность деления палочек.
Вирус инфекционен при пероральном введении, и его порого-
вая доза равна 10~4 г полиэдров на одну гусеницу. Интралимфа-
тическое заражение более надежно, и в этом случае LD5o=lO~lor
полиэдров на одну гусеницу [42]. Полиэдры образуются, так же
как и при других полиэдрозах, практически во всех тканях насе-
комого, но преимущественно в жировом теле, трахейных матри-
цах и в гиподерме. Сильно заражаются также лимфоциты. В клет-
ках кишечника возбудитель не был обнаружен. Помимо обычных
способов передачи инфекции, отмечен также перенос болезни за-
раженными яйцекладами перепончатокрылых насекомых.
Гершензон [102] интралимфально заражал гусениц разных се-
мейств Nymphalidae, а также гусениц ивовой волнянки. Однако
ему не удалось заразить гусениц монашенки, дубового и тутового
шелкопряда, боярышницы, различных видов пядениц, белянок и пр.
7*
99
Болезнь проявляется через 10—12 дней после заражения. Гер-
шензон полагает, что вирус, который поражает ивовую волнянку
на Украине,— это Borrelina reprimens, и доказательством этого
служит успешное перекрестное заражение волнянки вирусом от
непарного шелкопряда и сходство в морфологии полиэдров.
Латентное заражение популяций непарного шелкопряда на
территориях Европы и Америки полиэдрозом всегда очень высо-
кое, и практически все вспышки размножения этого вредителя в
Европе прекращались эпизоотией полиэдроза. Василевич [299]
указывает, что максимальное развитие эпизоотии полиэдроза при
массовых размножениях непарного шелкопряда в Югославии на-
блюдалось на сухих южных склонах с высокой дневной темпера-
турой. На дне неглубоких долин болезнь развивалась слабее, а в
глубоких каньонах рек с высокой влажностью полиэдроз практи-
чески отсутствовал. Массовая гибель гусениц непарного шелко-
пряда от полиэдроза происходит в местностях с разными клима-
тическими условиями на разных этапах развития градации с ко-
ротким одно- и двухгодичным, а иногда и более длительным пере-
рывом. Короткие перерывы чаще бывают в субтропических зонах,
длительные — в зонах с умеренным климатом. В местностях на
высоте 400—450 м н. у. м. не бывает такого массового размноже-
ния вредителя, чтобы была возможна эпизоотия полиэдроза. В та-
ких местностях постоянное слабое размножение непарного шелко-
пряда сопровождается также постоянным и слабым развитием
полиэдроза. Вспышка размножения непарного шелкопряда может
подавляться полиэдрозом не только потому, что погибают гусени-
цы вредителя; иногда градации прекращаются в связи с массовой
гибелью куколок, яиц или только что отродившихся из них гусе-
ниц. Возбудитель полиэдроза непарного шелкопряда распростра-
нен во всем ареале этого вредителя — в Европе, Азии, Северной
Африке и в Америке. До настоящего времени не обнаружены
штаммы возбудителя полиэдроза, которые отличались бы по своей
инфекционности.
Полиэдроз гусениц люцерновой желтушки
(Colias philodice eurytheme Boisd.)
Значение этого полиэдроза, который сопутствует своему хозяи-
ну в субтропиках Старого и Нового Света, связано с тем, что
Штейнхауз и Томпсон [256] использовали его в ряде своих пока-
зательных опытов по борьбе с этим вредителем люцерны. Заболе-
вание гусениц люцерновой желтушки проявляется в том, что они
приобретают более светлую зеленую окраску, чем здоровые гусе-
ницы, и их подвижность уменьшается. Погибшие от болезни гу-
сеницы остаются висеть на растениях вниз головой, так же как
и при поражении другими известными полиэдренными вирусами,
и из них вытекает жидкое содержимое разложившихся органов.
В этой коричневатой жидкости содержится много полиэдров раз-
100
мером 1—3 мк, неправильной формы, со сглаженными гранями и
углами. Обработкой щелочью можно освободить из полиэдров
множество вирусных палочек длиной 300 ммк и шириной 40 ммк.
Штейнхауз в 1948 г. назвал этот вирус — Borrelina campeoles.
Хьюз [135] изучил цикл развития этого вируса в ядре клеток жи-
рового тела гусениц. Вирусные палочки появляются в сетчатой
строме, которая образуется в увеличивающемся ядре, на окраине
этой сетки и в окружающем ее пространстве. Вирусные палочки
лежат по 2—3 параллельно друг другу, а вокруг них образуется
удлиненно-яйцевидная оболочка развития. Оболочка заполняет-
ся плотной массой, затем возникают яйцевидные образования,
которые склеиваются белком и образуют основу полиэдров не-
правильной формы. Последующие отложения белка вокруг этих
скоплений приводят к образованию полиэдров. Чаще всего в обо-
лочке развития находятся по две, в редких случаях по четыре ви-
русные палочки. Вирус поражает те же органы насекомого, что
и другие вышеописанные возбудители полиэдрозов бабочек.
Искусственное заражение легко достигается при скармлива-
нии гусеницам инфицированного корма. Возможна также переда-
ча инфекции через яйцо, как при его поверхностном, так и внут-
реннем заражении. Природные популяции желтушки в Калифор-
нии и в Египте [1] заражены вирусом, и степень латентной формы
заражения очень высока. Штейнхауз и Томпсон [255—257] при-
меняли водную суспензию полиэдров из собранных в поле гусениц
против остатков популяции желтушки, добиваясь высокого про-
цента смертности гусениц на 5—10-й день после обработки. Путем
опрыскивания такой же суспензией они добивались возникновения
эпизоотии гусениц и в малочисленных популяциях вредителя. Ре-
зультаты опытов показали, что применением вируса в латентно
зараженной популяции можно добиться вспышки болезни и эф-
фективно уничтожать вредителя даже в условиях, где отсутствует
обычно желательный фактор — высокая плотность заселения и ча-
стые контакты между особями. В описываемых опытах применя-
лась водная суспензия из размолотых гусениц, причем остатки тел
были устранены процеживанием суспензии через газовое сито.
Приготовленная для опрыскивания суспензия содержала 50—
100Х106 полиэдров в 1 мл. Неизрасходованный материал исследо-
ватели хранили в холодильнике при —30°С (после начального
охлаждения до —70° С) в течение нескольких месяцев без сниже-
ния вирулентности возбудителя. Расход суспензии составлял
46,75 л/га. К суспензии добавляли 1% эмульгатора (Тритон Х-100,
Твин-80, Спин-80, Арласел-С или Тритон-В) с примесью дизельно-
го масла, поскольку без этого эмульгатор был менее эффективен.
Заболевание не является узкоспецифическим. Штейнхауз [243]
установил, что Colias lesbia Fabr. поражается вирусом, который
морфологически похож на описанный. Танада [262] при изучении
полиэдроза репной белянки, сопоставляя патологию, морфологию
и антигенные свойства вируса белянки и вируса Р. brassica, при-
101
шел к выводу, что репная белянка заражается полиэдрозом лю-
церновой желтушки, но у репной белянки болезнь протекает 11—*-
12 дней, в то время как у желтушки 5—10 дней.
Некоторые наблюдения (Майкелбечер, Смит) свидетельствуют
о связи полиэдроза белянок с размножением паразитических пе-
репончатокрылых. Например, Apanteles medicaginis Mues. не за-
ражается полиэдрозом, когда его личинка пожирает зараженную
гусеницу белянки, но ее развитие замедляется, а при сильном по-
ражении гусеницы белянки личинка Apanteles не заканчивает раз-
вития. В некоторых случаях болезнь дополняла деятельность па-
разитов, но иногда, снижая численность хозяев паразита, затруд-
няла его размножение.
Полиэдроз американской белой бабочки
(Hyphantria cunea Drury)
Этот вредитель проник в Европу в 1940 г., но болезни, прису-
щие ему в Северной Америке, завезены не были. Если какое-либо
заболевание американской бабочки и было завезено в Европу
вместе с хозяином, то благодаря очень быстрому распространению
из первоначального места ввоза европейская популяция вредителя
«ушла» от этого заболевания. Фактически в течение 10 лет аме-
риканская белая бабочка размножалась в Европе без какой-либо
ограничивающей ее численность болезни.
В 1953 г. у гусениц, разводимых в инсектарии, появились пер-
вые признаки классического полиэдроза [168]. В исследованиях,
проведенных на родине вредителя, имелись данные о его болезни,
типа полиэдроза, но более детального описания или определения
полиэдроза не было сделано. В связи с этим весьма правдоподоб-
но предположение, что американская белая бабочка заразилась
полиэдрозом уже в Европе, в процессе распространения.
Зараженные гусеницы мало чем отличаются от здоровых, толь-
ко тело их слегка отекает и окрашено светлее. Больные гусеницы
утрачивают подвижность, перестают питаться и в большинстве по-
гибают непосредственно перед окукливанием. Иногда гусеницы
начинают окукливаться, но этот процесс полностью не заканчива-
ется и образуются уродливые куколки с не вполне сформирован-
ной шкуркой. Иногда мертвые гусеницы остаются висеть, цепля-
ясь ножками, но обычно они остаются в паутинке. Погибшие гу-
сеницы серого цвета и постепенно темнеют. Внутренние органы
гусениц разлагаются до жидкости буроватого или молочного цве-
та. Полиэдры почти правильной кубической формы, со сглажен-
ными гранями, диаметром обычно от 1,5 до 3,5 мк. Форма полиэд-
ров в разных образцах несколько менялась. Внутри полиэдров со-
держится большое число вирусных палочек длиной 350 ммк и ши-
риной 50 ммк, находящихся в оболочках развития по 3—6 штук,
чаще всего по 4. Возбудитель этого полиэдроза — вирус Borrelina
hyphantriae Machau et Lovas [168] — при скармливании с пищей
вызывает острое заболевание гусениц, так же как при заражении
102
гусениц люцерновой желтушки ее специфичным вирусом. Данных
о специфичности этого вируса, его «спектре действия» в отноше-
нии других видов бабочек пока не имеется. Болезнь появляется
спорадически во всем ареале американской белой бабочки в Ев-
ропе. В Чехословакии возбудитель полиэдроза был впервые заре-
гистрирован в 1951 г. В 1958 и 1959 гг. происходило массовое раз-
витие болезни как в природной популяции вредителя, так и в
лабораторных популяциях, разводимых для опытных целей. Позд-
нее полиэдроз уступил первенство гранулезу.
Делались попытки использовать полиэдроз для биологической
борьбы с американской белой бабочкой. Для этой цели использо-
вался материал из лаборатории «Филаксия» в Будапеште. Испы-
тания этого биоматериала в природных условиях не дали жела-
тельного результата, главным образом потому, что болезнь не рас-
пространялась, как ожидали, подобно лавине из обработанной зо-
ны по окрестностям.
Полиэдроз соснового походного шелкопряда
(Thaumetopoea pityocampa Schiff.)
Полиэдроз, возбудителем которого является вирус Borrelina
pityocampa Vago [285], вызывает гибель гусениц походного шел-
копряда. Больные гусеницы шелкопряда вылезают на поверхность
своих паутинных гнезд и здесь погибают. Сразу после гибели гу-
сеницы буреют в результате септицемии. В ядрах пораженных кле-
ток находят полиэдры размером 1—3 мк, которые в проекции име-
ют неправильную гексагональную форму [285]. Помимо указанного
типа, встречается также заболевание, для которого характерны
двойные полиэдры. К концу болезни гемолимфа гусениц не так
сильно разжижается, покровы мертвых гусениц остаются целыми^
и из них не вытекает жидкость, как при ранее описанных болез-
нях. При искусственном заражении первые симптомы болезни про-
являются через 10 дней и заболевшие особи погибают до 20-го дня
после заражения. Пероральное заражение дает изменчивые ре-
зультаты, иногда всего 50%-ную смертность. Этот полиэдроз был
использован вместе с другими инфекциями против шелкопрядов и в
смеси с возбудителем цитоплазменного полиэдроза против поход-
ного шелкопряда в полевых опытах в районе Монт-Венту во Фран-
ции [123]. Результат был удовлетворительным, но нельзя было
оценить эффективность каждого из испытанных возбудителей бо-
лезней. Близкий или идентичный вирус поражает и среднеевро-
пейский вид того же рода — дубового ратного шелкопряда (Thau-
metopoea processionea).
Полиэдроз кольчатого шелкопряда
(Malacosoma neustrium L.)
Болезнь проявляется в популяциях, состоящих из отдельных
кладок яиц шелкопряда. В колониях гусениц, отродившихся из
яиц, отложенных одной самкой, бывает 80—90% больных особей,
103
а в то же время из соседних яйцекладок выходят здоровые, неза-
ряженные гусеницы. Внешние признаки этой болезни подобны при-
знакам при полиэдрозах других бабочек. Мертвые гусеницы также
висят па ветках, причем большая часть погибших гусениц цепля-
ется задними ложными ногами. Содержимое тела гусеницы скап-
ливается в нижней части висящей оболочки гусеницы и представ-
ляет собой молочно-белую жидкость с огромным количеством ку-
бических полиэдров. Полиэдры могут быть размером 1—3 мк и
4—6 мк. Вирусные тельца — палочки длиной 333 ммк и шириной
39 ммк, находятся в полиэдрах в 2—4 оболочках развития. Инфек-
ционность вируса при пероральном введении незначительна, бо-
лее надежные результаты дают интралимфатические инъекции.
Гершензон [102] успешно заражал этим вирусом гусениц сосно-
вого шелкопряда (Dendrolimus pint). Тутовый и непарный шел-
копряды, монашенка и белянки этим вирусом не поражаются.
Для трех американских видов шелкопрядов также известны
полиэдрозы, однако, насколько они близки к европейскому, не-
известно. Кларк [76—78] проводил опыты с использованием поли-
эдроза Malacosoma fragile против размножившихся гусениц этого
вредителя. В результате опытов была достигнута повышенная
смертность гусениц от полиэдроза, однако ожидавшейся широкой
эпизоотии не возникло.
Полиэдроз большой вощинной моли
(Galleria melonella L.)
Эта болезнь вощинной моли проявляется в природных усло-
виях, насколько известно, только в ограниченной части ареала
этого вредителя на Украине и в некоторых других местах Совет-
ского Союза. Обнаружила это заболевание Швецова [258], а под-
робное описание сделано Гершензоном [168]. В других странах Ев-
ропы, где вощинную моль в течение многих лет размножают как
подопытный объект, поражения этой болезнью не отмечено. Поли-
эдры этого вируса имеют почти кубическую форму и диаметр в
среднем около 2 мк. Палочки вируса Borrelina galleriae Gershen-
zon [108] длиной 300 ммк, шириной 20—25 ммк. На срезах зара-
женных ядер видны вирусные палочки в пучках, заключенные в
оболочки [296]. Вебер и Розенберг установили, что в таких оболоч-
ках развития находится от 2 до 24 вирусных палочек. Оболочки
развития образуются, после того как сформировались пучки ви-
русных палочек. Полиэдры начинают образовываться независимо
от формирования пучков (в отличие от их образования у люцер-
новой желтушки) и впоследствии окружают их. В полиэдрах на-
ходится до нескольких десятков вирусных палочек.
Borrelina galleriae является хорошим объектом для обучения,
так как этот вирус хорошо сохраняется в лабораторных условиях.
Инфекционность для гусениц вощинной моли очень высокая, ги-
бель гусениц происходит после 8-дневного инкубационного перио-
104
да, для которого наиболее благоприятна температура 25° С; при
температуре ниже 24° С инкубационный период несколько удлиня-
ется. Решающее значение имеет также и стадия развития насеко-
мого при его заражении. Пораженные гусеницы утрачивают по-
движность, сморщиваются и чернеют. Жидкое содержимое тела не
растекается из мертвых гусениц, потому что их покровы остаются
прочными. Помимо большой вощинной моли, к этой болезни вос-
приимчивы также гусеницы малой пчелиной огневки — Achroia
grisella [258]. Гершензон [108] переносил инфекцию этого вируса
путем инъекций и с кормом на ряд видов бабочек из сем. Nympha-
lidae. В ядрах жирового тела гусениц Aglais urticae L., Pyrameis
citulanta L., P. cardui L. были обнаружены полиэдры, морфологи-
чески одинаковые с полиэдрами основного хозяина. Гусениц туто-
вого, дубового, непарного и кольчатого шелкопрядов заразить
этим вирусом не удавалось.
Закономерность развития болезни в хозяине свидетельствует
о том, что ее латентная форма встречается относительно редко.
Эта болезнь является очень хорошим модельным объектом для
изучения вирусных болезней насекомых, к тому же поражаемый
ею хозяин — вощинная моль — поливольтиниый вид и легко раз-
множается в лабораторных условиях в течение всего года. Вебер
[304] установил, что зараженные полиэдрозом гусеницы вощинной
моли представляют хороший тест-объект для испытания физиче-
ских и химических виростатических средств.
Полиэдрозы разных видов совок
Луговая совка (Pseudaletia unipuncta Haw.) в США и на Га-
вайских островах болеет полиэдрозом, детально изученным Тана-
дой. Болезнь, как и на других хозяевах, проявляется в том, что
пораженные гусеницы за 2—6 дней до гибели светлеют. Инкуба-
ционный период в гусеницах первого возраста длится 4—6 дней,
гусеницы второго возраста погибают через 5—7 дней после зара-
жения, третьего возраста — через 7—10 дней, а четвертого — через
7—12 дней. Четвертый возраст — последний, когда еще можно
успешно заражать гусениц, па пятом удается заразить едва 20%’
гусениц. Полиэдры в жировом теле очень мелкие—1,5 мк, по от-
дельные имеют диаметр до 3,5 мк. Вирусные палочки 334—373 ммк
длины и 49—67 ммк ширины, обычно по 4 в оболочке развития.
В некоторых опытах инактивация вируса в полиэдрах достигалась
нагреванием до 75° С в течение 10 минут. Танада, проводивший
опыты с искусственным заражением, установил, что увеличение
дозы полиэдров выше определенного уровня не оказывает сущест-
венного влияния на скорость развития болезни. Перемена корма
также не вызывала развития латентной инфекции в острую форму
заболевания.
Танада изучал взаимодействие этого полиэдроза и гранулеза,
который поражает того же хозяина, и установил, что преобладаю-
105
щее число гусениц погибает от полиэдроза, но вместе с тем оба
вируса являются синергистами по отношению друг к другу. Скорее
всего болезнь развивается при инфицировании гусениц смесью по-
лиэдров и гранул. Установлено, что инактивированные нагревани-
ем полиэдры не оказывают синергического действия на вирус гра-
нулеза, тогда как гранулы гранулеза, инактивированные тем же
способом, сохраняли способность оказывать синергическое дейст-
вие на развитие полиэдроза при инфицировании гусениц полиэд-
рами. При опрыскивании гусениц луговой совки суспензией из
смеси гранул и полиэдров Танада отметил высокий процент
смертности этих гусениц, в то же время при опрыскивании только
полиэдрами смертность гусениц не достигала 20%.
Совка Prodenia litura F. также поражается полиэдрозом, кото-
рый известен из Египта, Европы и Южной Азии. Этот вид виру-
са — Borrelina litura Bergold et Flaschentrager образует в ядрах
пораженных тканей кубические и пятигранные (в проекции) поли-
эдры диаметром 1,2 до 3,2 мк. Вирусные тельца — палочки длиной
320 ммк и шириной 100—130 ммк. Лабораторные опыты Абул
Насра [2] показали, что развитие болезни в значительной мере за-
висит от температуры. При 14,5° С гибель гусениц наступала через
10—12 дней после скармливания им инфицированной пищи, а при
30° С этот срок сокращался до 4—5 дней. В опытах по использова-
нию этого вируса в борьбе с Prodenia Шига в Египте были полу-
чены положительные результаты.
Близкая к предыдущему виду совка Prodenia praefica Grote
поражается в США полиэдрозом, который отличается меньшими
по размеру вирусными палочками. По данным Штейнхауза [242],
их размер 290X50 ммк. Острая форма болезни в полевых услови-
ях поражает только 15% гусениц [250], однако популяция очень
сильно заражена латентной формой и при лабораторном разведе-
нии все гусеницы преждевременно погибали от полиэдроза.
Совка Heliothis armigera Hbn. является хозяином иного вида
полиэдроза, который выявили еще Чепмен и Глезер. Возбудитель
этой болезни вирус Borrelina armigera Bergold [44] имеет меткие
полиэдры диаметром 0,7—1,2 мк, в которых содержатся вирусные
палочки длиной 320 и шириной 50 ммк. Степень развития этой бо-
лезни в популяциях совки неравномерна, но в ряде случаев она бы-
ла фактором, ограничивающим размножение этого вредителя.
Капустная металловидка Trichoplusia ni Hbn. в США поража-
ется полиэдрозом, возбудитель которого очень подходит для ис-
кусственного заражения. Эту болезнь также впервые выявили еще
Чепмен и Глезер в 1915 г. Пораженные полиэдрозом гусеницы
внешне резко отличаются от здоровых тем, что у них через зелено-
ватую кожицу просвечивает жировое тело фарфорово-белого цве-
та. Полиэдры пятиугольные, мелкие, 1,5—3 мк диаметром. Распо-
ложены большими скоплениями в пораженных ядрах. Размеры ви-
русных палочек пока не установлены. Возбудитель болезни очень
эффективен в борьбе с этим вредителем. Опыты, которые прово-
106
дили Мак-Ивеи и Харви [165], Холл [124] и др., показали, что не-
трудно добиться заражения гусениц. После опрыскивания поля
водной суспензией, содержавшей в 1 мл 106 полиэдров, болезнь
проявилась через 10 дней, быстро прогрессировала и поражала
100% гусениц. Скорость развития болезни в большой мере зависе-
ла от температуры. Так, при одной и той же дозе инфекции при
22° С 100%-ная смертность гусениц наблюдалась на девятый день,
при 15—16° тот же результат был получен на 18-й день, а при
10° С лишь на 45-й день. Холл при двукратном опрыскивании сус-
пензией, содержащей лишь половинную дозу инфекции, получал
лучший результат, чем при однократном опрыскивании суспензией
с вдвое большей концентрацией полиэдров. Подсчет количества
полиэдров в одной пораженной гусенице показал, что для обра-
ботки 0,4 га поля достаточно 30 л суспензии, приготовленной все-
го из одной тщательно растертой мертвой гусеницы [165]. Автора-
ми разработана также методика лабораторного размножения гу-
сениц Т. ni на стандартной среде (агар с измельченными листьями
капусты).
Полиэдроз китайского дубового шелкопряда
(Anther еа pernyi Guerin)
Вирус из гусениц китайского дубового шелкопряда, взятых из
промышленных выкормок, был детально описан Гершензоном
[107]. Полиэдры этого вируса мелкие, 3—5 мк, неправильно пяти-
гранной или тетраэдрической формы. Вирусные палочки — Borre-
lina pernyi Shdanov [325] длиной 300 ммк и шириной 30—32 ммк.
Эта болезнь обычна для всех промышленных выкормок китайско-
го дубового шелкопряда и вызывает такие же серьезные потери,
как и полиэдроз тутового шелкопряда. Вирус внешне отличается
от полиэдренного вируса тутового шелкопряда. Перекрестные за-
ражения, проведенные Гершензоном [107], показали, что тутовый
и кольчатый шелкопряды и капустная белянка невосприимчивы
к данному вирусу. Однако многие другие виды бабочек оказались
восприимчивыми, и к их числу относятся разные виды пядениц,
медведица Кая, сосновый шелкопряд, Lasiocampa trifolii (Schiff.),
Cosmotriche poptatoria L., Acronycta psi L., A. ruminis L., Aglais
urticae L., Vanessa io L., Pyrameis cardui L. и Celerio galli Ratz.
У всех этих насекомых форма полиэдров оставалась такой же, как
и в основном хозяине. Гершензон установил, что в китайском дубо-
вом шелкопряде могут встречаться вместо обычных тетраэдриче-
ских полиэдров также полиэдры-мутанты кубической формы.
Этот мутантный штамм при интралимфатических инъекциях со-
хранялся в куколках шелкопряда следующих поколений. Вирус-
ные палочки в полиэдрах обоих типов были одинаковой величи-
ны. Инкубационный период мутанта оказался более длительным,
и в пораженных им гусеницах образовывалось большее количе-
ство мелких полиэдров. При более низкой температуре в пора-
107
женных куколках чаще образуются кубические, а не тетраэдриче-
ские полиэдры. Пероральное введение чаще приводит к латентному
заражению.
Полиэдроз платяной моли
(Tineola biselliella L.)
Болезнь встречается в природных популяциях моли относи-
тельно часто. В материале, собранном из разных мест, было от
10 до 15% больных гусениц. Жидкость, содержащаяся в погибших
от полиэдроза гусеницах, не вытекает из них, так как удержива-
ется прочной шкуркой, но гусеницы имеют взлохмаченный вид, к
концу болезни заметно более светлой окраски, а после гибели ста-
новятся серыми. Вирусные палочки возбудителя, все еще не опи-
санные, впервые наблюдала Лотмар [162] при лабораторном раз-
множении этой моли.
В жировом теле, трахейных матрицах и в гиподерме поражен-
ных насекомых появлялись пятигранные (в проекции) полиэдры.
С развитием болезни вирусом поражаются и другие органы. Смит
и Ксерос [232] обнаружили полиэдры также в шелкоотделительных
железах, в мышечных тканях, в нервных ганглиях и в имагиналь-
ных дисках. В материалах, который исследовала Лотмар, имелась
двойная инфекция — цитоплазменного и ядерного вирусов, поэто-
му она обнаружила полиэдры также в кишечнике и в мальпигие-
вых сосудах гусениц.
Болезнь передается перорально гусеницам первых возрастов,
которые охотно пожирают мертвых особей при искусственном раз-
ведении моли. Инкубационный период болезни 10—12 дней. Смит
и Ксерос заражали гусениц водной суспензией при дозе 103—
104 полиэдров на одну гусеницу. Болезнь не приводит к полному
подавлению природных популяций, но серьезно затрудняет искус-
ственное разведение моли для опытных целей.
Полиэдроз листовертки Choristoneura
fumiferana (Clem.)
Два вида вредителей, обитающих в сходных биотопах в Амери-
ке и в Европе,— Choristoneura fumiferana (Clem.) и С. murinana
Hbn. — поражаются полиэдрозом, который вместе с гранулезом
ограничивает размножение природных популяций этих видов.
Весьма вероятно, что в данном случае мы имеем дело с одним ви-
дом возбудителя болезни, так как из Европы в Америку было за-
везено много разных паразитов насекомых, с которыми европей-
ский полиэдроз С. murinana мог быть завезен и перенесен на
С. fumiferana. Болезнь, описанная Бергольдом, характеризуется
тетраэдрическими и одиночными кубическими полиэдрами разме-
ром 1—2,5 мк, которые в огромном количестве заполняют ядра
пораженных клеток. Возбудитель болезни — вирус Borrelina fumi-
108
ferana Bergold [42}. Палочки этого вируса длиной 260—270 ммк
и шириной 28—36 ммк расположены в полиэдрах по 2—4 в обо-
лочках развития. Бергольд [45] успешно заражал гусениц путем
перорального введения 4Х106 полиэдров на одну особь. Макси-
мальная смертность гусениц наблюдалась на 10-й день после за-
ражения.
В Европе болезнь распространена в природе; по нашим дан-
ным [309], ею заражено около 5% гусениц. Она отмечена в Чехо-
словакии и Шварцвальде у С. murinana [316—318]. Значение этой
болезни в регулировании численности популяций С. murinana не-
велико [83]. Материал, который исследовал Бергольд, был зара-
жен также цитоплазменным полиэдрозом, и поэтому наблюдав-
шиеся им свободные шарообразные частицы дали повод для пред-
положения о возможном наличии шарообразных телец провируса.
Берд [58] изучал развитие этого полиэдроза на ультратонких сре-
зах и установил место образования и размножения вирусных па-
лочек в сетке хроматиновой стромы. Палочки расположены здесь
рядами друг возле друга, прикрепляясь концами к волокнам хро-
матиновой структуры. В периферийной зоне накапливаются обо-
лочки развития, содержащие до 9 вирусных палочек, собранных
в определенных местах в скопления и окруженных белком поли-
эдра.
Берд доказал также наличие синергизма между возбудите-
лями гранулеза и полиэдроза, па что обращал внимание Танада
[264], описывая болезни Pseudaletia unipuncta. В сравнительных
опытах при искусственном заражении полиэдроз С. fumiferana
оказался эффективнее гранулеза. Стейрс [237] в опытах с искусст-
венным заражением доказал, что полиэдроз этой листовертки ин-
фекционен и для другого вида этого же рода — Choristoneura pi-
nus Freeman. Смертность гусениц этого хозяина была несколько
ниже в сравнении с основным хозяином болезни — в среднем 45%
против 62%.
Полиэдроз Kotochalia junodi (Heyl.)
Полиэдроз, поражающий в Ю. Африке гусениц этого вредителя,
характеризуется пятигранными полиэдрами размером от 0,25 до
3 мк с вирусными палочками размером 25X250 ммк [184]. Оссов-
ский использовал возбудителя для биологической борьбы при мас-
совом размножении вредителя. Для опрыскивания применялась
суспензия, содержащая в 1 мл от 104 до 25X104 полиэдров, обеспе-
чивавшая смертность гусениц порядка 88%, причем гусеницы пер-
вого возраста погибали через 5—6 дней, гусеницы 2—3-го возра-
стов— через 17 дней, а более старые — через 30 дней после обра-
ботки. В широких полевых опытах было установлено, что суспен-
зия, содержащая 1 мл 106 или 5Х105 полиэдров, способна вызвать
эпизоотию полиэдроза при массовом размножении вредителя на
обработанных плантациях, которым грозила полная дефолиация
гусеницами. Более высокая дозировка полиэдров вызвала массо-
109
вую гибель гусениц в том же сезоне, а более низкая — в следую-
щем. Через 9 месяцев смертность гусениц в обоих опытах выровня-
лась. Сравнение вирусов из разных мест показало, что вирусы,
взятые из того же хозяина, в местах, удаленных на 180—320 км,
были более вирулентны, чем местные штаммы, однако при раз-
множении биоматериала для последующего применения эта раз-
ница в вирулентности сгладилась [185].
Полиэдроз совки Pterolocera amplicornis Walk.
При полиэдрозе этой совки, распространенной в Австралии,
в ядрах клеток всех пораженных тканей образуются очень мелкие
полиэдры размером 0,7—1,3 мк в большинстве пятигранной или
теграидальной формы, в которых расположены вирусные палочки
размером 30X300 ммк. Вирус описали Дэй и др. [85], как Borre-
lina anthelus. В работе, посвященной гистопатологии этой болез-
ни, указанные авторы показали, что вирусные палочки образуются
на границе стромы, откуда они распространяются в периферийную
зону, где также плавают отдельные ответвления стромы с палиса-
дами палочек. В оболочках развития находится от одной до восьми
палочек, в среднем по три палочки; масса полиэдров обвола-
кивает и закрывает эти скопления палочек. В центре ядер с хоро-
шо развитыми полиэдрами постоянно находятся остатки вироген-
ной стромы, из которой отделяются новые вирусные палочки, в то
время как в периферийной зоне их остается очень мало.
Полиэдроз совки гаммы
(Plusia gamma L.)
Совка гамма, так же как и озимая совка, поражается полиэд-
розом, для которого характерно большое количество мелких по-
лиэдров диаметром 1—2 мк. Размеры вирусных палочек колеб-
лются от 280 до 380 ммк в длину и от 60 до 250 ммк в ширину
[160]. Эта разница в размерах вирусных палочек объясняется, ве-
роятно, неравномерным растворением собственной оболочки па-
лочки. Болезнь характеризуется высокой смертностью вредителя,
которая в некоторые годы в отдельных местностях достигает 100%.
Опрыскиванием полей суспензией полиэдров можно вызвать ост-
рую форму болезни; Ваго и Кейрол [293] доказали возможность
активации этого вируса фтористым натрием (0,1%-ный раствор),
подмешивая его к корму, или же скармливая опрыснутые им очень
молодые или увядшие листья.
Полиэдроз Oporina aulumnata Borkh.
Этот полиэдроз, как установил Мартиньони [170], имеет в одном
и том же хозяине, но в различных ядрах разные типы полиэдров
от кубических диаметром 4 мк до мелких неправильной формы
НО
размером до 1 мк. Количество вирусных палочек в этих полиэд-
рах также колеблется от 19 до 65, но палочки везде длиной
305 ммк.
В приведенном обзоре описано очень ограниченное число видов
вирусов данного рода на различных хозяевах, в большинстве это
виды возбудителей болезней, которые имеют значение для Европы,
или же виды, которые были основательно исследованы, причем ре-
зультаты имеют принципиальное, общее значение.
Подробный обзор литературы о всех известных вирусах рода
Borrelina содержится в работе Мартиньони и Ленгстона [174]. Спи-
сок вирусов — возбудителей болезней насекомых — ежедневно
растет, появляются новые описания, хотя часто неизвестно, дей-
ствительно ли описаны новые виды. Безусловно, проще дать обна-
руженному вирусу название как новому виду, чем сопоставлять
все его свойства со свойствами ранее описанных видов, чтобы точ-
но определить его систематическое положение, в особенности ког-
да это касается разных типов одного вида. Один из признаков —
разницу в размере вирусных палочек — следует оценивать с уче-
том различий в методах приготовления электронно-микроскопи-
ческих препаратов. Только измерения, полученные на срезах мате-
риала, дают до известной степени сравнимые данные. Опыты с
искусственным заражением некоторых видов дают положитель-
ный результат, в то время как у многих других видов часто возни-
кает лишь латентное заражение. Перекрестное заражение не всег-
да выявляет устойчивую видовую специфичность возбудителя, и
этот признак рискованно использовать для определения таксоно-
мического положения изучаемого возбудителя, пока не будут най-
дены надежные критерии, позволяющие различать виды этим ме-
тодом.
Полевые опыты с использованием вирусов против многих вре-
дителей дали хорошие результаты, и исследования в этом направ-
лении должны быть продолжены, особенно для разработки наи-
лучших методов применения вирусных препаратов.
РОД BIRDIA WEISER [310],
КИШЕЧНЫЕ ЯДЕРНЫЕ ПОЛИЭДРОЗЫ НАСЕКОМЫХ
Кишечные ядерные полиэдрозы поражают только перепончато-
крылых насекомых и известны уже давно. До последнего времени
эти заболевания относили к классическому полиэдрозу. Первые
данные о этих болезнях сообщены Эшерихом [93], который обра-
тил внимание на наличие полиэдренных зернышек белкового ха-
рактера в кишечном эпителии ложногусениц елового пилильщика
Neodiprion sertifer Geoffr. Болезнь, поражающая этого вредителя,
имеет выраженные, заметные симптомы, и поэтому ее обнаружи-
вали повсюду, где она распространена. Учитывая массовое раз-
витие этого полиэдроза в популяциях пилильщика в определенных
областях, кажется удивительным, что болезнь не была детально
111
изучена ранее. Менее заметны кишечные полиэдрозы у других ви-
дов пилильщиков, например Gilpinia hercyniae Htg., у которого
болезнь обнаружена лишь после завоза этого вредителя в Канаду
и его массового размножения в новом ареале. Болезнь была заве-
зена в 1936 г. в Канаду также случайно, и тогда же были обнару-
жены первые погибшие ложногусеницы вредителя в лабораториях,
где размножали его естественных врагов. После 1939 г. болезнь
распространялась в природных популяциях пилильщика, и к 1940 г.
смертность насекомых в зараженных популяциях достигла 98%.
Детальное изучение кишечного полиэдроза началось в 1952 г., ког-
да Берд обнаружил вирусные частицы и описал вирусы, выделен-
ные из Gilpinia hercyniae, а позднее Берд и Вален [66] описали
также и вирус из Neodiprion sertifer.
Род Birdia Weiser включает в себя вирусы палочковидной фор-
мы, размером 20—30x200—400 ммк, расположенные поодиночке
в полиэдрах диаметром от 0,5 до 15 мк. Полиэдры содержат ДНК
и образуются только в ядрах кишечного эпителия перепончато-
крылых. Пероральное введение приводит к острой форме болезни
после 7—10-дневного инкубационного периода. При слабых дозах
инфекции возникает латентное заражение, которое передается
трансовариально и активируется до острой формы болезни ухуд-
шением условий развития хозяина или дополнительной дозой воз-
будителя. Болезни специфичны для определенных видов хозяев.
Вирус, его морфология и развитие. Как и для классического по-
лиэдроза, здесь также неизвестна форма латентного вируса (про-
вируса). В пораженных ложногусеницах пилильщиков происходит
постепенная концентрация хроматина в зерна неправильной фор-
мы, которые также постепенно растворяются и преобразуются в
сетчатую сгрому. На хроматиновых ребрах стромы лежат ради-
ально расположенные вирусные палочки. В периферийной зоне
ядра в продолговатых скоплениях лежит множество шаровидных
полых телец, или мешочков, которые очень напоминают зачаточ-
ные оболочки. Их отношение к вирусу в настоящее время еще не
выяснено. Вирусные палочки заключены в подобные оболочки и у
большинства известных видов имеют размер 50X250 ммк. После
обработки щелочами обнаруживается плохо заметная спиралевид-
ность с 6—8 витками по длине палочки. Расстояние между вит-
ками около 30—40 ммк [64].
Полиэдры, так же как и у классических полиэдрозов, образу-
ются в виде островков белковой массы, окружающей одиночно
расположенные палочки, заключенные в собственные оболочки.
Скопления палочек в оболочках развития не зарегистрировано.
Обработка щелочами не оказывает действия на белок полиэдров,
так же как и у возбудителя классического полиэдроза. Кристал-
лическая форма полиэдров сильно изменчива, от гексаэдров до
пентагональных додекаэдров, причем сильно деформированных.
Изменчивы также и размеры полиэдров, и при этом нет прямой за-
висимости между формой и размером. В отличие от классического
112
полиэдроза у полиэдров вирусов рода Birdia не найдено пленки,
устойчивой к обработке щелочами.
Серологические исследования Кривенчик и Бергольда [155] по-
казали, что антисыворотка против полиэдроза пилильщиков не
реагировала ни с одним типом антигена 4 гранулезов и 11 класси-
ческих полиэдрозов рода Borrelina. Метод агаровой диффузии так-
же показал отсутствие каких-либо связей с остальными вирусами,
причем протеины обеих болезней пилильщиков, которые были ис-
пытаны серологически, были очень близкими [157]. Эта особенность,
а также результаты опытов Гершензона [102] с перекрестным за-
ражением бабочек и анализ состава их ДНК, проведенный Уай-
том [315], показывают, что вирусы — возбудители кишечного ядер-
ного полиэдроза перепончатокрылых насекомых — являются обо-
собленной таксономической группой.
Локализация вирусов в хозяине, диагностика и искусственное
заражение. В отношении вирусов — возбудителей болезней пилиль-
щиков также нет достаточно подробной информации о локализа-
ции вирусов в теле хозяина. Предполагается, что после проникно-
вения в гемолимфу из кишечника, где полиэдры растворяются же-
лудочным соком, вирусы проникают во все органы тела насекомо-
го. Единственная ткань, в которой вирус вызывает патологические
изменения,— это кишечный эпителий, где происходит гипертрофия
ядер, образуется хроматическая внрогенная строма и накаплива-
ются полиэдры.
Берд полагает, что развитие этих вирусов протекает так же,
как и у вирусов — возбудителей классического полиэдроза. LD5o
составляет 50—100 полиэдров на одну личинку пилильщика; с по-
вышением дозы инкубационный период сокращается на 25%. По-
лиэдры появляются в увеличенных ядрах вначале как мелкие гра-
нулы, они хорошо окрашиваются гематоксилином и видны между
линиями хроматина, расположенного в центре ядра [52]. Постепен-
но полиэдры увеличиваются в размерах до 1—3 мк и при этом
утрачивают способность окрашиваться. Заполнение ядра полиэд-
рами приводит к гибели клетки, которая удаляется из эпителия,
проходя между перптрофической оболочкой и стенкой кишечника
и смешиваясь в его конечной части с экскрементами. Полностью
развитые полиэдры образуются через 48 часов после заражения
[53]. Затем инфекция распространяется далее, и через 96 часов
поражаются все клетки эпителия. Не поражаются только регене-
ративные узлы, расположенные в складках эпителия. После линьки
личинок вирус сохраняется в клетках кишечного эпителия. Бо-
лезнь не влияет на сроки линек. В первый период болезни погиб-
шие клетки эпителия возмещаются за счет регенерации. Гибель
хозяина наступает, после того как центры регенерации уже не
в состоянии возмещать погибшие клетки, чго происходит после
третьей линьки. Если больная личинка доживает до стадии пред-
куколки, то старый кишечный эпителий растворяется и образуется
новый кишечник из эмбриональной ткани, а клетки нового эпите-
8 Я. Вейзер
ИЗ
лия невосприимчивы к болезни. Вместе с тем в теле личинок пято-
го возраста при перестройке кишечного эпителия возникают про-
лиферирующие, гроздевидные образования из клеток типа соеди-
нительнотканных, которые восприимчивы к вирусу, что свидетель-
ствует об их происхождении из распавшегося кишечного эпителия.
Эти гроздевидные образования расположены в полости тела и име-
ют темную пигментацию. Остатки пораженных клеток и полиэдры
сохраняются в куколке и вышедшей из нее взрослой особи и могут
служить источником дальнейшего развития болезни [59].
Берд, изучая влияние таких гроздевидных образований («ра-
ковых опухолей») на передачу вируса потомству, установил, что
в пилильщике Gilpinia hercyniae вирусная инфекция имелась у
всего потомства от самок, в теле которых содержались такие «ра-
ковые опухоли», и наоборот, в потомстве самок, которые заведомо
были свободны от таких образований, ни в одном случае вируса не
обнаруживали. В некоторых линиях, происходящих от самок, вы-
шедших из зараженных личинок, болезнь обнаруживали у 48,8%
особей, несмотря на то что в теле самих самок раковые опухоли
отсутствовали. Эти факты доказывают, что передача инфекции че-
рез яйцо обычна, хотя в самом яйце полиэдры отсутствуют. Ник-
лас [182], изучая культуры Gilpinia hercyniae из Европы и из Кана-
ды, доказал возможность передачи вируса через яйцо, но вместе
с тем установил, что у европейской популяции пилильщика эти
связи не так просты, как в описанном случае с популяцией из Ка-
нады. Для европейской полуляции вредителя характерно более
сложное заражение вирусом, и его перенос с инфицированным кор-
мом происходит гораздо чаще. Помимо того, в Европе имеется
много штаммов вируса, которые отличаются от канадских, что так-
же отражается на характере переноса инфекции.
Диагностировать кишечный полиэдроз пилильщиков можно
как на натуральном материале, так и по гистологическим препа-
ратам личинок, по наличию или отсутствию полиэдренных телец
в ядрах клеток кишечника. Поскольку пока неизвестен ни один
цитоплазменный полиэдроз пилильщиков, обнаружение полиэдров
в мазках из кишечника или в экскрементах личинок доказывает
наличие полиэдроза, вызванного вирусом из рода Birdia. Внешние
признаки болезни появляются относительно поздно и включают
меньшее поедание корма личинками, меньшую подвижность, ли-
чинки становятся короче, поскольку их последние сегменты смор-
щиваются, а грудная часть сгорбливается. На поверхности комоч-
ков экскрементов таких личинок находятся полиэдры, легко обна-
руживаемые при просмотре двух типов препаратов: сухих маз-
ков, фиксированных метиловым спиртом и окрашенных по Гимза,
и мазков, обработанных перед окраской 2%-ным раствором
Na2CO3. В первых мазках полиэдры не окрашены и видны как
просветы, во вторых посредине синеватой площади полиэдров на-
ходятся интенсивно окрашенные тельца. Погибающие личинки
склонны прикрепляться к веточке с помощью экссудата, выделяе-
114
мого через анальное отверстие, и обычно бывают подвешены за
последнюю пару ложных ножек в местах, где они питались и где
большая часть хвои уже съедена. После разложения органов тела
в мертвой личинке образуется довольно густая, клееподобная
масса, которая не вытекает из личинки, поскольку удерживается
довольно прочной шкуркой.
Инфекционность полиэдров может быть доказана путем скарм-
ливания личинкам корма, зараженного полиэдрами, очищенными
так же, как указывалось для классических полиэдрозов. Для это-
го опрыскивают суспензией полиэдров или смачивают ею поверх-
ность скармливаемых частей растений. Успешно проводилось пере-
крестное заражение близкородственных видов. Опыт показывает,
что можно легко перорально заражать типичного хозяина опре-
деленного вида вируса. Однако ни в одном случае не удавалось
вызвать перекрестным заражением кишечный полиэдроз пилиль-
щиков возбудителем, выделенным из отдаленного вида хозяина.
Пилильщики G. hercyniae и N. sertifer не поражались полиэдроза-
ми в Канаде, пока туда не была завезена инфекция из Европы, хо-
тя местные, канадские виды пилильщиков поражаются своими по-
лиэдрозами. При пероральном заражении хорошие результаты
получаются при дозировках 300—500 полиэдров на одну личинку.
В личинке может образоваться около 200 млн. полиэдров, на осно-
ве этих данных можно рассчитать практическую возможность ис-
пользования возбудителей кишечного полиэдроза пилильщиков
как биологического средства борьбы с ними.
Важнейшим фактором благоприятствующим распространению
болезни, является дождь, который освобождает вирусы из экскре-
ментов насекомых или из мертвых личинок и переносит инфекцию
вниз в кроне дерева [59]. Помимо этого, распространению болезни
способствуют различные хищники — осы, жуки, птицы, разнося-
щие инфекцию [55, 97, 208]. На распространение инфекции влияют
л паразитические насекомые-энтомофаги, вместе с тем болезнь
оказывает влияние и на их размножение, так как больные и па-
разитированные личинки пилильщиков погибают, прежде чем па-
разит заканчивает в них свое развитие. Полиэдры очень хорошо
удерживаются на листьях и других зеленых частях растений, чему
способствует также белковый экссудат, выделяемый больными ли-
чинками и покрывающий поверхность комочков экскрементов. Од-
нако полиэдры теряют свою вирулентность под действием солнеч-
ного света, а также смываются с листьев и хвои растений дождем
на землю, где личинки хозяев не обитают.
При лабораторном разведении пилильщиков болезнь проявля-
ется с третьего возраста личинок. Сильному развитию болезни
очень способствует загрязнение помещения экскрементами, а так-
же скармливание личинкам недостаточно свежего корма. В приро-
де можно обнаружить расположенные рядом зараженные и здо-
ровые гнезда пилильщиков и даже гнезда с пораженными личин-
ками в одной и здоровыми в другой части гнезда. На территории
8*
115
Моравского поля (южная часть Моравии и окрестности Вены),
имеется популяция пилильщика без вируса-возбудителя этой бо-
лезни. Здесь периодически происходят вспышки массового размно-
жения вредителя, которые прекращаются через несколько лет с
появлением вируса. Хозяин вируса практически исчезает, но через
несколько лет он снова появляется свободный от вируса, числен-
ность его нарастает до массового размножения, а затем с появ-
лением вирусной инфекции снова наступает перелом. На высоко-
горных торфяниках Шумавы и в Крконошах в Чехословакии на
сосне обитают популяции N. sertifer, сильно пораженные вирусом.
Ежегодно здесь можно обнаружить на каждом дереве большое ко-
личество яиц, отложенных самками пилильщика. Паразитами по-
ражается от 30 до 60% яичек этого вредителя, из остальных яиц
отрождаются личинки, но каждый год от полиэдроза погибает 98—
99% личинок 3—4-го возраста. Остающиеся 1—2% окукливаю-
щихся личинок способны обеспечить вновь достаточное потомство
для сохранения популяции пилильщика, его паразитов и развития
вируса.
Способность вирусов-возбудителей полиэдроза пилильщиков
вызывать эпизоотии этих вредителей привели к тому, что их с
успехом использовали в борьбе с пилильщиками как путем интро-
дукции в новые части ареала, так и методом однократных обра-
боток.
Кишечный полиэдроз рыжего пилильщика
(Neodiprion sertifer Geoffr.)
Эту болезнь впервые отметил Эшерих [94], а подробно описали
Берд и Уэлен [66], которые зарисовали вирусные палочки, как они
видны в электронный микроскоп. Жданов [325] предложил для
этого вируса название Polyedra diprionis, но в настоящее время
принято другое родовое название—Birdia diprionis Zdanov [325].
Палочки вируса размером 250X50 ммк расположены поодиночке в
почти! шаровидных полиэдрах,, размеры которых колеблются от 0,5
до 5 мк. Поверхность полиэдров при контакте с окружающей средой
химически не изменяется, но после обработки (протравливания)
щелочами оболочка полиэдров не сохраняется. После декантации
и очистки полиэдры растворяют в смеси 0,008 М раствора Na2CO3
с 0,05 М раствором NaCl в течение 15 минут. Основными красите-
лями полиэдры окрашиваются лишь после обработки щелочами.
Видимых внешних признаков болезни у подвижных личинок
нет. Уменьшение поедаемости корма заметно по меньшему количе-
ству эскрементов. Точнее всего болезнь можно установить по на-
личию полиэдров в экскрементах. К концу болезни личинки ста-
новятся вялыми, цвет их беловато-серый со светлыми полосами,
личинки не реагируют на прикосновение и менее подвижны. При
вскрытии виден пустой кишечник. Средняя часть кишечника бело-
го цвета от массы полиэдров, которые при затенении поля зрения
116
микроскопа сливаются в одно светящееся тело. Погибшие личинки
чернеют, изгибаются, к прочной шкурке присыхает часть жирового
тела. Погибшие личинки остаются висеть на веточках или хвоин-
ках, прикрепившись к ним задней или передней парой ног или же
сомкнутыми челюстями. Иногда погибшие личинки прикреплены к
растению концом тела клейким экссудатом, выделенным из аналь-
ного отверстия больной личинки. Гибель личинок начинается пос-
ле первой линьки, а массовая смертность наступает в третьем и по-
следующих возрастах. В лесах мы наблюдали массовую гибель
личинок пилильщиков в 4-м и 5-м возрасте. Иногда под влиянием
болезни происходит разрыв стенки кишечника личинки. В корме
личинок — хвоинках сосны — очень мало бактерий, которые вы-
зывали бы септицемию мертвых личинок, помимо того, содержа-
щееся в хвое эфирное масло оказывает стерилизующее действие.
Лысенко наблюдал исключительно сильное размножение бакте-
риальной флоры в кишечнике личинок пилильщиков при их транс-
портировке и разведении в лаборатории.
Полиэдры инфекционны для личинок Neodiprion sertifer как из
зараженных, так и из здоровых популяций. LD50 равна от 100
до 500 полиэдров на личинку [66]. У зараженных личинок уже че-
рез 30 часов в центральной части средней кишки появляются на-
бухшие ядра кишечного эпителия, еще через 24 часа начинает за-
метно снижаться поедаемость личинками корма, а через 84 часа
питание полностью прекращается. Через четверо суток поражен-
ным оказывается весь кишечник. Срок от заражения до гибели ли-
чинки зависит от инфекционной дозы полиэдров. При дозах от 50
до 5000 полиэдров на личинку период развития болезни колеблет-
ся от 16 до 6 дней. Развитие болезни во многом зависит также от
состояния личинок и их корма. В природных условиях можно
встретить болезнь в различных латентных формах. Большие дозы
инфекции вызывают заболевание и гибель личинок. О инфекцион-
иости В. dipriotiis для других хозяев имеются сообщения Крига и
Никласа [182]. Помимо путей, о которых сказано в вводной части
раздела, эта болезнь распространяется хищными клопами (на-
пример, Rhinocoris annulalus), осами, пауками, в экскрементах ко-
торых полиэдры не утрачивают вирулентности. Франц и др. [99]
доказали, что полиэдры сохраняют способность заражать личи-
нок пилильщика после прохождения через кишечник птиц. Наибо-
лее обычный способ передачи инфекции — полиэдрами, выделен-
ными личинками с экскрементами, которые высыхают и распыля-
ются. Переносу инфекции на большие расстояния способствуют
латентно зараженные самки пилильщика [59]. Быстрому распро-
странению болезни в популяции вредителя способствует также та
особенность, что личинки живут колониями и при заболевании од-
ной личинки инфекция постепенно передается всем остальным при
их контактах с экскрементами или трупами погибших особей,
остающимися на хвое. Предположение о том, что в Европе имеется
несколько штаммов этого вируса, отличающихся по своим свойст-
117
вам, подтверждается, помимо всего, и тем, что, например, канад-
ский штамм имеет шаровидные или многогранные полиэдры [66],
а штамм с юго-запада ФРГ имеет полиэдры кубической фор-
мы [97].
Описываемый вирус был в ряде случаев использован для борь-
бы с пилильщиком Neodiprion sertifer. Этот вредитель был завезен
в Америку в середине 20-х годов и оказался очень опасным для
сосны, особенно в питомниках. Распространяясь от восточного по-
бережья внутрь страны, пилильщик в 1939 г. проник и в канад-
скую провинцию Онтарио. При интродукции паразитов пилильщи-
ка из Европы на карантинную станцию в Бельвилле был завезен
с паразитированными куколками вредителя и возбудитель кишеч-
ного полиэдроза. Здесь болезнь проявила себя как фактор, эф-
фективно подавляющий размножение пилильщика при его искус-
ственном разведении, и поэтому в 1949 г. возбудитель был завезен
в большом количестве из Швеции. Вирус был размножен в лабора-
тории и в 1950—1952 гг. использован в лесах для борьбы с пилиль-
щиком. Биопрепарат применялся для обработки с помощью обыч-
ного опрыскивателя, аэрозольного генератора, а позднее и само-
лета. Вирусный материал получали путем декантации полиэдров
из размолотых, разложившихся личинок, погибших от полиэдро-
за. Испытывались водные суспензии с различной концентрацией
полиэдров — от 2000 до 5,2 млн. в 1 мл. Из таблицы, приведенной
в работе Берда [54], видно, что в гнездах личинок пилильщика, об-
работанных суспензией полиэдров, всегда достигалось заражение.
В тех случаях, когда применялась суспензия в концентрации
20 000 полиэдров и более в 1 мл, смертность личинок через 14 дней
превышала 89%. При обработке леса аэрозольным генератором
«Микрозол 304» и суспензией, содержащей 2 млн. полиэдров в
1 мл и расходе на 2 га леса 7,6 л рабочей жидкости, через 18 дней
наблюдалась массовая гибель вредителя. Для обработки с само-
лета использовалась суспензия, содержащая в 1 мл от 0,2 до 5 млн.
полиэдров с добавлением сухого молока или казеина для лучшего
прилипания. На участок леса площадью 20 га было израсходовано
83 л суспензии. На учетных делянках через 20 дней смертность ли-
чинок почти во всех колониях составила 94%, и лишь в 0,88%
колоний уцелели все личинки. Аналогичные опыты проводили Дау-
ден и Герт и другие исследователи. В Европе Франц и Никлас
[100] обрабатывали личинки пилильщика Neodiprion sertifer сус-
пензией, содержащей в I мл 1 млн. полиэдров. Было обработано
всего 75 гнезд вредителя перед отрождением личинок из яиц п на
разных фазах развития личинок. Наилучший результат был полу-
чен при обработке яиц. В Чехословакии был проведен опыт по пе-
реносу вируса из зараженных популяций вредителя в горных об-
ластях в равнинные незаряженные популяции. В пяти местах бы-
ло обработано суспензией 126 гнезд N. sertifer на 47 деревьях, ког-
да личинки были во 2-м возрасте. Болезнь проявилась в 98 гнездах
на личинках 4-го возраста, смертность колебалась от 20 до 72%.
118
Риверс и др. применяли вирус из зараженных гусениц для обработ-
ки N. sertifer в лесах, на горных торфяниках и добились очень вы-
сокой смертности вредителя.
Кишечный полиэдроз елового пилильщика
(Gilpinia hercyniae Htg.)
Этот пилильщик в Европе распространен повсеместно, но не
бывает опасным вредителем ели главным образом вследствие то-
го, что повсюду, где он обитает, ему сопутствует кишечный поли-
эдроз. Завезенный в Канаду морским транспортом пилильщик за
период с 1930 по 1938 г. приобрел значение первостепенного вреди-
теля леса на огромной территории восточных провинций — вирус-
ной болезни в пределах нового ареала у пилильщика не было.
В 1936 г. в Канаду был завезен с энтомофагами и вирус кишечного
полиэдроза этого пилильщика, вероятнее всего, из Шумавы (ЧССР)
пли из Шварцвальда (ФРГ). Вначале канадцы запрещали ввоз в
свою страну возбудителя этой болезни, так как он делал невоз-
можным разведение пилильщика в лабораториях и инсектариях
(с целью размножения на вредителе его энтомофагов. — Прим,
черев.), и даже имелась инструкция, предписывающая отправлять
в Канаду лишь энтомофагов, собранных в Европе в не заражен-
ных полиэдрозом популяциях пилильщика. Несмотря на это, вирус
в 1938 г. проник в Канаду и болезнь появилась в природных попу-
ляциях вредителя в его новом ареале.
Возбудитель кишечного полиэдроза елового пилильщика впер-
вые был изучен Болчем [34] и Бердом [52], которые обнаружили
вирусные палочки под электронным микроскопом. Жданов [325]
предложил для этого вируса название Polyedra gilpiniae, но в на-
стоящее время принято название Birdia gilpiniae Zdanov.
Палочки вируса такие же, как и у предыдущего вида, размеры
их 50X250 ммк, расположены также поодиночке в белке полиэд-
ров. Полиэдры неправильной формы, со сглаженными гранями,
размером 0,5—3 мк, по чаще всего 1 мк в диаметре. Все остальные
свойства полиэдров соответствуют ранее приведенным описаниям.
Болезнь протекает также без заметных внешних симптомов,
инфекция переходит в имагинальную фазу пилильщика, где появ-
ляются описанные ранее гроздевидные «раковые» опухоли или на-
росты [59], состоящие из ткани с округлыми, разной величины
клетками. В средине этих «раковидных» наростов происходит де-
генерация и атрезия (заращивание) таких клеток, вокруг имеются
клетки с ядрами, заполненными полиэдрами. Коричневатый цвет
этих наростов появляется уже в имагинальной стадии пилильщи-
ков. Часть таких наростов, попадая в полость кишечника, раство-
ряется под воздействием пищеварительного аппарата взрослого
пилильщика, и содержащиеся в наростах вирусы освобождают-
ся [51].
Болезнь передается через яйцо, но ее распространение в попу-
ляции происходит иными путями, чем у Neodiprion sertifer. Самки
119
G. hercyniae откладывают яйца не группами, а поодиночке и в раз-
ных местах. При массовом размножении елового пилильщика его
яйца встречаются на растениях так же часто, как и яйца N. serti-
fer, но яйца, находящиеся в одном месте, происходят от разных са-
мок. Это означает, что зараженные яйца находятся среди здоро-
вых и передача инфекции от одной особи популяции к другой про-
исходит очень быстро. Указанная особенность объясняет неожи-
данно быстрое распространение эгой болезни в Канаде.
Полиэдры В. gilpiniae по форме несколько отличаются от поли-
эдров В. diprionis, но Кривенчик [154—156] доказала, что протеи-
ны полиэдров этих видов по своим антигенным свойствам очень
близки. Тот факт, что вирус Gilpinia hercyniae распространялся в
Канаде намного быстрее, чем вирус Neodiprion sertifer, и тем не
менее не произошло заражения первым вирусом какого-либо дру-
гого хозяина, свидетельствует о большой видовой специфичности
этого возбудителя.
Инфекционная доза для личинок елового пилильщика анало-
гична предыдущему вирусу. Берд [53] через 48 часов после зара-
жения обнаружил полиэдры в двух группах клеток кишечного
эпителия инфицированных личинок. Ядра с полиэдрами в пора-
женных клетках становятся заметно крупнее [36], болезнь прояв-
ляется и в других клетках, и через 96 часов оказывается заражен-
ным уже весь пищеварительный тракт. Болезнь проявляется толь-
ко в полностью развитых эпителиальных клетках и никогда в ре-
генерационных узлах. Представляет интерес, что при температуре
29,5° С белезнь не проявляется и кишечник может выполнять все
свои функции. С понижением температуры появляются полиэдры
и кишечник поражается вирусом.
Действие В. gilpiniae на Gilpinia hercyniae в природных усло-
виях гораздо более эффективно, чем действие В. diprionis на Neo-
diprion sertifer, что объясняется главным образом способностью
первого вируса быстрее и шире распространяться в популяциях
вредителя. В Канаде этот завезенный вирус появился в 1938 г. в
Нью-Брунсвике, позднее он был обнаружен в штатах Нью-Гемп-
шир и Вермонт в США. В 1939—1942 гг. болезнь распространилась
с юга на север, а также с востока на запад. В 1942 г. болезнь уже
была зарегистрирована на всей территории Канады. На учетных
делянках, где определяли плотность заселения вредителем, смерт-
ность его личинок от вирусной болезни достигала 96,5—100%-
Очень наглядно историю распространения пилильщика с 1939 по
1954 г. списывают Берд и Элджи [65]. Положение, существовавшее
в 1938 г., оценивалось не по единой методике, но Рикс оценивает
степень развития болезни в популяции пилильщика в этот год в
0,02% больных личинок. Степень развития болезни оценивали
как по встречаемости личинок пилильщика в природе, путем их
сбора на учетных делянках и последующего воспитания в лабора-
тории, так и путем учета количества коконов в почве под заражен-
ными деревьями. Приведенный в работе график показывает, что
120
точность обоих методов доказывается как совпадением получен-
ных результатов, так и большим влиянием болезни на спад мас-
сового размножения вредителя.
Так, если в начале вирусной инфекции приходилось в среднем
32 личинки и 1,4 кокона на один пробный образец, оба эти пока-
зателя через небольшое число лет снизились до нуля. 1944 г. про-
шел почти без проявлений вирусной болезни, 1945 г. характеризо-
вался сильным распространением болезни в популяции вредителя
и одновременно довольно большой численностью его хозяина, а
1946 г. — переломом в градации пилильщика, вызванным полиэд-
розом. Два пика градации вирусной болезни в течение года соот-
ветствуют срокам развития старших возрастов личинок двух по-
следовательных поколений. Во втором поколении болезнь прояви-
лась очень скоро, в то время как в период развития первого по-
коления массовое заражение наблюдалось лишь в конце цикла.
Второй максимум в размножении вредителя был вызван также
преждевременным исчезновением вируса в популяции, и эта
вспышка была подавлена главным образом паразитическими на-
секомыми, хотя позднее проявился и вирус. Исследования указан-
ных авторов вскрывают эффективное совместное действие энтомо-
фагов и вируса в подавлении вспышек массового размножения
вредителя в Канаде. Одновременно это один из примеров успеш-
ного применения инфекции, завезенной вначале случайно с перво-
начальной родины вредителя. В настоящее время еловый пилиль-
щик уже не представляет в Канаде какой-либо опасности. Заме-
чательный результат интродукции вируса в борьбе с еловым пи-
лильщиком послужил поводом для завоза в Канаду возбудителя
кишечного полиэдроза другого пилильщика N. sertifer, правда, с
несколько меньшим успехом.
Использование вируса и энтомофагов для регулирования в
природе численности G. hercyniae очень перспективно. В тех слу-
чаях, когда уровень развития вирусной болезни по тем или иным
причинам снижается, возможно местное массовое размножение
пилильщика. Как было установлено Нельсоном и Элджи [181], по-
лиэдры В. gilpiniae при нормальном храпении в холодильнике че-
рез 10 лет на 50% утрачивают свою инфекционность, а через
11 лет их эффективность близка к нулю. В природных условиях
этот процесс также протекает долго в зависимости от климатиче-
ских условий. Периодическое внесение размноженного в лаборато-
рии вируса в местные очаги вредителя позволяет поддерживать
уровень зараженности популяции вредителя и сдерживать его мас-
совое размножение, как это показали опыты Берда и Берка [64]
с искусственным распространением болезни в окрестностях Со-
Сент-Мари в Канаде. Инфекция, внесенная в ранее незараженную
популяцию, в первые годы распространилась в радиусе до 1 км от
места внесения, а в следующем году была обнаружена на площа-
ди около 15 кв. км. Опыт применения вируса в Канаде, эффек-
тивность которого в течение нескольких десятилетий проверя-
121
лась весьма тщательными учетами и наблюдениями за размно-
жением вредителя, абсолютно достоверно доказывает успех ин-
тродукции вируса В. gilpiniae в Северную Америку. Берд и Элджи
[65] высказывали предположение о возможности образования фор-
мы пилильщика, устойчивой к данному вирусу, о чем свидетельст-
вовали некоторые явления в 1951—1952 гг. Позднее было установ-
лено, что это опасение лишено оснований, что подтверждено так-
же в Европе.
Кишечный полиэдроз пилильщика Neodiprion pralti
banksianae Rohw.
Берд и Уэлен описали кишечный полиэдроз пилильщика Neo-
diprion pratti banksianae Rohw. Вирусные палочки 40—50 ммк
ширины и 150—200 ммк длины рассеяны в сетчатой вирогенной
строме в ядрах клеток кишечного эпителия, в основном по пери-
ферии сетки [56]. Предшественниками вирусных палочек являются
шарообразные пузырьки, которые удлиняются, и из них появляют-
ся палочки, заключенные в собственные оболочки развития; посте-
пенно они обволакиваются массой полиэдров. Инфекционная доза
LD50 для одной личинки составляет 300—500 полиэдров. Вирус ма-
лоэффективен, и его использование против вредителя в природных
условиях не дало удовлетворительных результатов. Опрыскивание
водной суспензией, содержащей в 1 мл 30 000 полиэдров, вызыва-
ло смертность 83% личинок, а опрыскивание суспензией с 300 000
полиэдров в 1 мл — 99,1%. При низкой концентрации полиэдров в
суспензии массовая гибель личинок наблюдалась в 4-м возрасте,
при низкой концентрации — в 3-м возрасте. В следующем году на
обработанных площадях болезнь совсем не проявилась. Эта бо-
лезнь известна только в Канаде.
Кишечный полиэдроз пилильщика Neodiprion
swainei Middl.
Возбудитель болезни этого пилильщика впервые был обнару-
жен в материале, впервые собранном возле озера Тимагами в Ка-
надской провинции Онтарио. Болезнь носила местный характер,
так как в других популяцих этого вредителя она не была обнару-
жена. Смирнов [206] использовал в 1956 г. материал, собранный на
три года раньше, для его размножения с целью повышения виру-
лентности возбудителя. Вирус, так же как и возбудители других
кишечных полиэдрозов пилильщиков, поражает вначале среднюю
часть кишечника, затем по мере развития болезнь охватывает всю
среднюю кишку и наконец проникает в переднюю и заднюю киш-
ки. Полиэдры мелкие 0,5-—1,7 мк. Зараженные гусеницы желтеют
и не питаются, кишечник их приобретает сметанно-желтый цвет и
очень легко разрывается. Болезнь развивается при 33° С быстрее,
чем при нормальной температуре. Наиболее восприимчивы к зара-
жению первые три возраста личинок (табл. 5). Инфекция переда-
122
ется куколкам и взрослым особям. Пораженные болезнью коконы
по весу не отличаются от здоровых, соотношение полов пилильщи-
ка при отрождении из зараженных коконов такое же, как и из
здоровых. Если при разложении погибших от болезни личинок
pH выше 8, происходит частичное уничтожение полиэдров. Быст-
рое высушивание личинок или хранение их при избытке влаги не
влияет на инфекционность полиэдров. Из растертых мертвых ли-
чинок можно отмыть и выделить полиэдры, которые в некоторых
органических растворителях долго не утрачивают вирулентности
(в бензине до 1 месяца).
В связи с этим возможно использование смесей таких веществ
для приготовления аэрозолей. Вирулентность вируса изменяется
при его хранении. Исходный материал, с которым работал Смир-
нов [206], был очень слабо вирулентным. Пассируя в лаборатории
вирус через молодых личинок и отбирая для дальнейшего разве-
дения личинок, заболевших раньше других, исследователю уда-
лось существенно повысить вирулентность исходного штамма, хо-
тя дальнейший отбор уже не дал сколько-нибудь существенного
повышения вирулентности (табл. 5).
Таблица 5
Возраст личинок Смертность личинок, %
от исходного штамма от пассированного штамма
1-й 40,0 86
2-й 39,9 88
4-й 8,6 31
Таблица 6
Распределение смертности личинок разных возрастов в лесу после опрыскивания
массива суспензией вируса
Возраст личинок Число по- лиэдров в 1 мл. тыс. Смертность после обработки по декадам, % Общая смерт- ность. %
2 3 4 1 5 1 6
1-й 1000 64,2 32,1 96,3
500 34,7 52,5 — — — — 87,2
30 — 67,7 14,7 — — — 82,4
2-й 1000 — 77,8 11,2 .—, — — 89,0
500 82,1 1,1 — — — 83,3
30 -— 43,4 35,5 0,7 — — 79,6
3—4-й 1000 — 16,7 35,1 23,7 -—- — 75,5
500 — .—. 18,4 40,5 .—. 8,7 67,6
30 -— — — 8,8 18,8 .—. 27,6
4-5-й 1000 .— 9,1 24,6 23,0 3,7 1 —. 60,4
500 .—- — 5,4 26,0 23,3 2,6 57,3
30 — — — — 14,2 — 14,2
Восприимчивость личинок разных возрастов даже к незначи-
тельным дозам инфекции и продолжительность развития болезни
в организме хозяина —основные показатели для определения
123
дозы биопрепарата при его использовании в борьбе с вредителем,
как это видно из таблицы 6 [206].
Данные таблицы показывают, что с возрастом личинок удли-
няется инкубационный период и снижается общая смертность вре-
дителя. Видно также, что эффективность болезни соответствует
количеству полиэдров в теле хозяина как при его заражении, так
и после этого. Чем старше личинка, тем выше должна быть доза
полиэдров, несмотря на то что личинки старших возрастов потреб-
ляют больше корма, а следовательно, и инфекционного материала.
Чем больше вируса было введено в организм личинки, тем меньше
времени требуется для его размножения и поражения кишечного
эпителия. Личинки же, погибшие от болезни, передают инфекцию
взрослым насекомым, а последние — яйцу. Из общего числа зара-
женных личинок 60% развиваются до куколок, из них отрожда-
ются взрослые жуки. В личинках следующего поколения передан-
ная через яйцо болезнь проявляется через 13 дней, и до 90% этих
личинок погибает.
Опыты с использованием этого вируса путем опрыскивания ле-
са с самолета суспензиями, содержащими 2 млн. полиэдров в 1 мл,
дали хороший результат [209]. Вместе с тем с экономической точ-
ки зрения признается более перспективным и целесообразным ме-
тод выпуска в природу искусственно латентно зараженных самок
с тем, чтобы они отложили на обширной территории зараженные
полиэдрозом яйца [207].
Кишечный полиэдроз пилильщика Neodiprion
lecontei Fitch.
Этот полиэдроз, как и предыдущий, является заболеванием,
эндемичным для Капады. Возбудитель по своей вирулентности со-
ответствует вирусам В. gilpiniae и В. diprionis. Заболевание было
диагносцировано Штейнхаузом. Берд [59] установил, что инфекция
легко передается перорально, но в природе она распространяется
главным образом паразитами. В латентно зараженных популяци-
ях болезнь начинает проявляться, когда личинки достигнут
4-го возраста. Перенос инфекции с одного дерева на другое проис-
ходит очень быстро. Через короткий промежуток времени после
опрыскивания суспензией полиэдров болезнь проявилась во всем
ареале вредителя. Эту особенность — быстрое распространение
инфекции -— Берд [59] объясняет деятельностью паразитов-энто-
мофагов.
Кишечный полиэдроз тополевого пилильщика
(Trichiocampus viminalis Fal.)
Кишечный полиэдроз тополевого пилильщика является треть-
ей болезнью пилильщиков, известной в Европе. Первые данные о
болезни опубликовали Смирнов и Бейк [208], изучавшие его в пе-
124
риод массового размножения тополевого пилильщика в Канаде.
В последние годы болезнь появилась также в популяции пилиль-
щика, развивающейся на тополях в новых районах Праги, где пос-
ле пятилетнего периода размножения этого вредителя, не сдержи-
ваемого какой-либо болезнью, на некоторых деревьях во время
развития осеннего поколения наблюдалась гибель личинок от это-
го полиэдроза.
Пораженные личинки становятся стекловидными, позднее зад-
ний конец их тела усыхает и сморщивается. Больные личинки ос-
таются на листьях приклеенными выдающейся из анального от-
верстия перитрофической оболочкой задней кишки и так погиба-
ют, затем сереют, а позднее чернеют.
Полиэдры, образующиеся в ядрах клеток кишечного эпителия,
у европейского штамма шаровидные, а у канадского — характер-
ной тетраэдрической формы. Размер полиэдров 2—3 мк в диамет-
ре. Пораженные части кишечника личинок опухают, клетки эпи-
телия гипертрофированы и заполнены полиэдрами. В последней
фазе развития болезни у еще ползающих личинок средняя кишка
уже полностью распадается, и через ее стенки в полость тела про-
никают бактерии из съеденной личинкой пищи.
В опытах с перекрестным заражением пилильщика Trichiocam-
pus irregularis Dyar. вирусом с Т. viminalis Смирнов получил по-
ложительный результат па единичных особях уже в первом пас-
саже, в следующем — на 60% и в третьем пассаже — на 80% за-
раженных особей. Высокой смертности личинок пилильщика Т. ir-
regularis не наблюдалось, в то же время выделенный из них вирус
при обратном заражении личинок Т. viminalis вызывал 100%-ную
гибель личинок через 5 дней, а у нового хозяина — через 9—
18 дней.
Помимо описанных болезней, в литературе упоминается поли-
эдроз у некоторых других видов пилильщиков. Интересно то
обстоятельство, что никакие насекомые из других семейств перепон-
чатокрылых, кроме пилильщиков, не поражаются кишечным поли-
эдрозом, во всяком случае такие заболевания не зарегистрирова-
ны. Европейские виды пилильщиков и перепончатокрылые насе-
комые вообще требуют более детальных исследований.
РОД SMITHIA BERGOLD, КИШЕЧНЫЕ
ЦИТОПЛАЗМЕННЫЕ ПОЛИЭДРОЗЫ
Ишимори в 1934 г. сообщил об обнаружении им полиэдренных
включений в цитоплазме кишечного эпителия тутового шелкопря-
да и высказал мнение о том, что это заболевание отличается от
классического полиэдроза. Это сообщение не было должным об-
разом оценено. В 1941 г. Лотмар при изучении полиэдроза гусениц
платяной моли нашла, помимо массы мелких, плохо окрашиваю-
щихся полиэдров в жировом теле, также большие и хорошо окра-
шивающиеся полиэдры в клетках кишечного эпителия. Это явле-
125
ние она посчитала случайным исключением, хотя установила, что
инфекцию можно легко поддерживать путем заражения насеко-
мых мертвыми телами гусениц. Работа Лотмар также не привлек-
ла должного внимания энтомовирусологов. Лишь сообщение Берда
в 1949 г. о кишечном полиэдрозе Choristoneura fumiferana Clem,
и обнаружение Ксеросом цитоплазменного полиэдроза у Vanessa
io и Arctia villica L. [316] и в особенности работа Смита и Ксеро-
са [229] о перекрестных заражениях полиэдренпыми вирусами при-
вели к тому, что этот вопрос привлек к себе внимание исследо-
вателей.
Вирусы рода Smithia можно отнести к энтомопатогенным виру-
сам шаровидной формы, диаметр которых колеблется от 20 до
70 ммк. Вирусные тельца в большом количестве расположены по-
одиночке в полиэдрах размером от 0,5 до 15 мк, лежащих в цито-
плазме пораженных клеток кишечника бабочек. В разных клетках
полиэдры имеют неодинаковые размеры. Вирус содержит РНК, а
ДНК отсутствует. Полиэдры после легкого нагревания окрашива-
ются анилиновыми красителями. При обработке щелочами вирус-
ные тельца освобождаются из протеиновой массы полиэдров, где
остается сотовидный остаток. Пероральное заражение вирусом
приводит через 6—.16 дней к острой форме болезни. Вирусы это-
го рода обладают малой видовой специфичностью. Доказана воз-
можность перекрестных заражений. Смертность зараженных осо-
бей незначительна, возможен перенос латентной инфекции через
яйцо.
Вирус, его морфология и развитие
После заражения гусениц полиэдрами вирусов рода Smithia
в цитоплазме эпителиальных клеток кишечника происходит обра-
зование сетчатой стромы, главной составной частью которой явля-
ются фибриллы толщиной около 6 ммк, содержащие нуклеопроте-
ид вируса. В процессе дальнейшего развития вируса в них в массе
отлагается рибонуклеиновая кислота. Нуклеопротеид полностью
потребляется при образовании вирусных телец, которые располо-
жены, как это видно на ультратонких срезах, повсеместно между
фибриллами стромы и в окружающей плазме [317, 319]. Химиче-
ские анализы, как уже упоминалось ранее, показали, что вирус-
ные тельца цитоплазменных вирусов не содержат даже следов
ДНК, а лишь РНК в таком количестве (0,9%), в каком ДНК име-
ется в ядерных вирусах. Вирусные тельца цитоплазменных виру-
сов шаровидной формы, состоят из определенного количества,
обычно 12 [224], сферических частиц в общей оболочке. Пока из-
вестен лишь один вид палочковидного вируса среди возбудителей
цитоплазменных полиэдрозов, обнаруженный у Chrysopa perla L.
и Hemerobius stigma Stephens [225] в клетках кишечника после
скармливания этим сетчатокрылым насекомым материала, загряз-
ненного полиэдрами непарного шелкопряда. По всем признакам
126
в данном случае речь идет о вирусе Borrelina reprimens, накоплен-
ном личинкой златогузки в кишечнике, в связи с чем этот вирус
проник в цитоплазму клеток кишечного эпителия. При всех дру-
гих заболеваниях насекомых цитоплазменным полиэдрозом его
возбудители имеют вирусные тельца шаровидной формы и содер-
жат РНК.
При более детальном анализе формы частиц цитоплазменных
вирусов 1126] было установлено, что в действительности они име-
ют форму икосаэдров и воздействием щелочей эти тельца можно
разделить на две половины. При этом выявляется, что икосаэдры
состоят из 12 шаровидных телец диаметром от 600 до650А, кото-
рые заключены в оболочку, состоящую из двойного слоя мелких
частиц протеина. Из этой оболочки выступают конусовидные отро-
стки (например, при цитоплазменном полиэдрозе тутового шелко-
пряда). На поверхности полиэдров после обработки щелочами
можно обнаружить эти выступающие вирусные тельца. Полиэд-
ры образуются в цитоплазме клеток внутри стромы, подобно то-
му как происходит образование ядерных полиэдров. Полиэдры по
мере образования обволакивают и обрастают вирусные тельца и
располагают их симметрично на одинаковых расстояниях друг
от друга. Расположение вирусных телец внутри полиэдров про-
исходит, таким образом, после включения вирусов под действием
микроосмотических и других сил. Мало вероятно, что оболочка,
заключающая в себе 12 шаровидных телец вируса, идентична с
собственной оболочкой палочковидных вирусов. Белок полиэдров
цитоплазменных вирусов по своему составу отличается от белка
ядерных полиэдров, обладает меньшей растворимостью, но в то же
время вирусные тельца легко поддаются воздействию щелочей.
Хиллс и Смит [126] для выделения вирусов из полиэдров в мате-
риале из медведицы Кая применяли 0,5%-ный раствор Иа2СОз,
обрабатывая им полиэдры в течение 1 мин. 15 сек., а для выде-
ления вирусов из Pyrameis cardui L., Calophasia lunula Hufn., Va-
nessa antiopa L. и Antherea pernyi Guer. в течение 1—2 мин. об-
рабатывали их 1%-ным раствором Na2CO3. Авторам удалось
установить, что вирусное тельце в основе имеет шестиугольные
очертания, а также доказать, что выделенные из полиэдров частицы
в действительности являются вирусом. При инфицировании этими
тельцами гусениц дубового китайского шелкопряда (Antherea per-
nyi) у 20 из 28 гусениц через 40 дней было установлено заболева-
ние цитоплазменным полиэдрозом. Инфекционная доза составля-
ла 7,5Х105 вирусных телец.
Полиэдры цитоплазменных вирусов образуются в глубине
клетки вблизи от ее ядра и постепенно перемещаются к поверх-
ности эпителия, где пораженные клетки выступают в виде шаро-
образных выпуклостей над ровным слоем здоровых клеток эпите-
лия. В процессе этого перемещения полиэдры увеличиваются и
вместо первоначальных 0,5 мк достигают диаметра 7 и даже 10 мк.
Для пораженных цитоплазменным полиэдрозом гусениц характерны
127
экскременты неестественного известково-белого цвета. При вскры-
тии больных гусениц виден пораженный кишечник интенсив-
но белого цвета, опухший, цилиндрической формы, а ткани в поло-
сти тела расслабленные. Заражение с пищей происходит без тру-
да. Видовая специфичность вируса очень слабо выражена, и
поэтому нет уверенности в том, что описанные авторами виды дей-
ствительно отличаются друг от друга, т. е. действительно являют-
ся самостоятельными видами. При хранении возбудитель этого по-
лиэдроза менее устойчив по сравнению с возбудителями классиче-
ских полиэдрозов. Латентные формы болезни наблюдались у
непарного шелкопряда, медведицы Кая [228] и Dasuchira pudi-
bunda L. |]149].
Попытки практического использования этих вирусов для борь-
бы с вредителями не дали удовлетворительных результатов [303].
Несмотря на то что в опытах удалось заражать гусениц златогуз-
ки, болезнь не была для них смертельна. С другими видами вре-
дителей опыты в естественных условиях не проводились. В не-
которых случаях проявление цитоплазменного полиэдроза сопут-
ствовало спаду массового размножения популяций непарного шел-
копряда, но гибель вредителей отнесена за счет этой болезни лишь
предположительно.
Цитоплазменный полиэдроз медведицы Кая
(Arctia caja L.)
Вирус Smithia rotunda Bergold поражает гусениц A. caja L„
A. villica L. и непарного шелкопряда. Впервые об этой болезни
сообщили Смит и Быков [228], а позднее Ксерос [316]. Возбудитель
характеризуется полиэдрами от 1 до 5 мк в диаметре и вирусными
тельцами 65 ммк в поперечнике. После недельного инкубационно-
го периода начинают появляться полиэдры в цитоплазме клеток
кишечного эпителия. Кишечник теряет упругость, становится вя-
лым, белым, как мел. На препаратах из растертых частей кишеч-
ника в цитоплазме клеток видны просвечивающиеся овалы ядер в
темной, непросвечивающейся массе полиэдров. Пораженные гусе-
ницы меньше питаются, их экскременты сухие, известково-белого
цвета, покрыты и пронизаны массой полиэдров, освободившихся
из разрушенных клеток. В конце периода развития болезни ин-
фекция проникает также в переднюю и заднюю кишки. Болезнь
затрудняет всасывание пищи кишечником. До тех пор, пока орга-
низм гусеницы способен восстанавливать новые эпителиальные
клетки взамен погибших от полиэдроза, гусеницы выглядят бод-
рыми и нормально развиваются, но как только способность орга-
низма образовывать новые клетки кишечника исчерпывается, гусе-
ница погибает. Жировое тело больных гусениц истощается. У гу-
сениц развивается септицемия, но из погибшей гусеницы не выте-
кает жидкость, как при ядерном полиэдрозе, а она высыхает, ее
шкурка со слабыми мышцами облегает огромный кишечник.
128
Кишечник при высыхании «окаменевает» и превращается в кальци-
нированную палочку. При разломе трупа такой гусеницы высох-
ший пораженный кишечник выглядит как белое ядрышко в сухой
оболочке — шкурке гусеницы.
Цитоплазменный полиэдроз шелкопряда Thaumetopoea -
pityocampa Schiff.
Этот полиэдроз обнаружен Ксеросом [318] на гусеницах шелко-
пряда Т. pityocampa Schiff, в [Греции. Позднее Ваго [287] выделил
возбудителя болезни Smithia pityocampae. Заболевание шелкопря-
да известно также с юга Франции. Болезнь протекает так же, как
ранее описанные цитоплазменные полиэдрозы. Полиэдры вируса
разного размера от 0,5 до 4,6 мк, внутри полиэдров находятся сим-
метрично расположенные вирусные тельца диаметром 40—50 ммк.
В одной гусенице образуется до 1012 полиэдров. При введении в
гусеницу 100 000 полиэдров болезнь проявляется через 9—11 дней
инкубации и длится 30—40 дней до гибели гусениц перед окук-
ливанием.
Бильоти, Гризон и Ваго [50] еще до установления цитоплазмен-
ной формы полиэдроза пытались использовать этого возбудителя
для опытов в природных условиях, применяя биоматериал, полу-
ченный из разводимых в лаборатории гусениц Th. pityocampa.
В ряде случаев наблюдалось заражение гусениц хозяина смешан-
ной инфекцией двух вирусов, и тогда достигалась высокая смерт-
ность вредителя гораздо раньше, чем при заражении чистой куль-
турой какого-либо одного вируса. Вирус размножали в лаборато-
рии на гусеницах, выкармливаемых в гнездах на ветках сосны,
при этом больные гусеницы в большинстве погибали на поверх-
ности паутинных гнезд.
Мартурэ и Дюшанэ [178] в трех инсектариях развели и зара-
зили 200 000 гусениц шелкопряда, из которых получили 83 л сус-
пензии полиэдров, содержавшей в 1 мл 3 млрд, полиэдров без
остатков тканей. Из этой суспензии было приготовлено 9 т порош-
ковидного препарата, где в качестве наполнителя использовался бен-
тонит. Готовый препарат содержал 0,72% действующего агента
(полиэдров), 0,2%' смачивающего вещества и 99% бентонита. Дру-
гой препарат содержал 3,5% действующего начала — полиэдров.
В 1959 г. из размноженных в инсектариях гусениц получили до-
полнительно 81 л суспензии полиэдров. Препарат применялся для
опыливания в дозе 1200 млрд, полиэдров на 1 га. Высокая смерт-
ность вредителя отмечалась через 2—4 месяца. Фактических циф-
ровых данных о результатах опыливания этим биопрепаратом ле-
сов в районе Монт Венту не приведено, и указан лишь процент за-
раженных гусениц. Через 4 месяца после применения препарата
перед окукливанием гусениц было заражено около 90% гусениц
[123]. В прежних опытах заражалось 80 и 85% гусениц. В обрабо-
танных биопрепаратом лесах в гнездах находилось от 25 до 30 гу-
9 Я. Вейзер
129
сениц, тогда как в контроле было НО—120 гусениц. Авторы счита-
ют, что в обработанных лесах в популяции выживало лишь 3—4%
гусениц, а в контроле — 30%. Сокращение численности гусениц в
популяции происходило довольно медленно и стало заметным лишь
перед их окукливанием.
Ваго и Василевич [297] указывают, что близкий к описываемо-
му вид — дубовый походный шелкопряд (Thaumetopoea processio-
ned L.)—поражается во Франции подобным же вирусом.
Цитоплазменный полиэдроз непарного шелкопряда
(Lymantria dispar L.)
Этот полиэдроз поражает непарного шелкопряда в разных рай-
онах Европы. Наряду с непарным шелкопрядом болезнь поражает
и некоторые другие виды, например златогузку, американскую бе-
лую бабочку и пр.
Заболевание было обнаружено при массовой гибели гусениц
в популяции непарного шелкопряда в Плаштовце [302]. Внешние
признаки болезни напоминают описанные ранее болезни других
видов шелкопрядов, но с одним различием. На гусеницах непар-
ного шелкопряда заболевание менее выражено: при заражении
гусениц в лабораторных опытах их кишечник поражается лишь в
слабой форме. В материале, собранном в природных условиях,
болезнь развивалась намного сильнее, зараженные гусеницы поги-
бали, мумифицировались, и кишечник таких гусениц был заполнен
известково-белыми полиэдрами. В отличие от хода болезни в гусе-
ницах непарного шелкопряда при лабораторном заражении гусе-
ниц златогузки инфекцией от непарного шелкопряда болезнь в них
развивалась очень интенсивно, кишечник гусениц сильно увеличи-
вался в размерах, заполнялся полиэдрами и приобретал фарфо-
рово-белый цвет. Вместе с тем смертность гусениц златогузки
была невысокой и возросла лишь перед самым окукливанием.
На гусеницах непарного шелкопряда болезнь протекала в более
острой форме, смертность гусениц в период их развития была вы-
ше по сравнению со златогузкой, но гусеницы непарного шелко-
пряда не так легко заражаются вирусом.
У гусениц американской белой бабочки болезнь развивается
менее интенсивно, хотя и вызывает их гибель в 4—5-м возрасте.
Установлена ограниченная возможность передачи болезни также
гусеницам тутового шелкопряда. Вебер [303] применял вирус, раз-
множенный па гусеницах златогузки, для опрыскивания деревьев
против этого же вредителя. Обработка деревьев водной суспензи-
ей, содержавшей в 1 мл 2Х107 полиэдров, при расходе на одно де-
рево 1—3 л суспензии давала хороший результат — через 3—
6 дней гусеницы перестали питаться, а через 10—20 дней погибли.
Однако самостоятельного распространения эпизоотии из мест при-
[енения суспензии полиэдров не произошло.
Криг и Лапгенбух в 1956 г. выделили из гусениц монашенки
130
п краснохвоста Dasychira pudibunda L. цитоплазменный вирус
Smilhia pudibunda, который при экспериментальном переносе был
способен заражать и гусениц непарного шелкопряда, поэтому,
весьма вероятно, что этот вид вируса близок к тому, который од-
новременно с указанными авторами обнаружил и изучал Вебер.
Криг [149], исследуя свой штамм, установил, что полиэдры вируса
содержат 6,7% РНК и что болезнь можно перевести из латентной
формы в острую скармливанием гусеницам фтористого натрия.
Тот же автор выделил из полиэдров чистый вирус и получил очень
лабильный материал, который инактивировался при 37° С через
6 дней. Выделенная из этого материала РНК распадалась при
37° С через 3 часа и инактивировалась также действием рибонук-
леазы. Криг наблюдал также, что в природных условиях инфекция
этой болезни распространяется очень медленно.
Весьма вероятно, что в старом материале, т. е. в давно собран-
ных гусеницах монашенки или непарного шелкопряда, с которыми
работал Криг, наряду с возбудителями цитоплазменного полиэдро-
за часто имелась примесь возбудителей кишечного полиэдроза.
Цитоплазменный полиэдроз тутового шелкопряда
(Bombyx rnori L.)
Как уже упоминалось, Пшпмори был первым исследователем,
который установил, что кишечный цитоплазменный полиэдроз туто-
вого шелкопряда является заболеванием, отличающимся от других
форм полиэдроза. Позднее Цуджита [280] исследовал описывае-
мую болезнь. По данным этого автора, возбудитель болезни обра-
зует полиэдры в цилиндрических клетках кишечного эпителия
шелкопряда. Зараженные гусеницы имеют признаки бактериаль-
ного заболевания, их кишечник размягчается, белеет, в мазках
видно большое количество полиэдров, преимущественно шести-
гранной формы, размером от 1 до 5 мк. Размер вирусных телец
колеблется от 30 до 50 ммк.
Хосака и Айзава [129], изучая тетрагональный вирус, установи-
ли, что при негативном контрастировании в тельце вируса обна-
руживаются две концентрические икосаэдрические оболочки тол-
щиной 45—69 ммк. Каждая из вершин кристаллической структу-
ры имеет одно более плотное тельце. Тельца внешней оболочки
представляют собой диски шириной 200 А, а внутренней — только
50 А. Из вершин икосаэдров торчат телескопические выступы дли-
ной более половины радиуса вирусного тельца. Эти структуры
более отчетливо видны при негативном контрастировании.
Болезнь часто проявляется совместно с ядерным полиэдрозом
жирового тела. Наряду с гексагональными полиэдрами Айзава
наблюдал в плазме кишечника также и тетрагональные полиэдры.
Обе эти болезни хорошо различимы. Если гусеницы шелкопряда
в первом возрасте заражаются двумя вирусами одновременно, до-
стигается максимальный успех поражения обеими болезнями, и,
Я* 131
наоборот, при заражении двумя возбудителями в разное время
эффективность поражения уменьшается с увеличением интервала
между заражением одним и другим возбудителем. При одновре-
менном заражении двумя вирусами в небольшом числе клеток
происходит образование кристаллов промежуточной формы, соче-
тающей исходные.
Курису и Аруга активировали латентную форму цитоплазмен-
ного полиэдроза охлаждением гусениц тутового шелкопряда. Было
установлено, что при заражении гусениц в нормальных условиях
в передней части их кишечника развиваются более крупные поли-
эдры, а в задней — мелкие, а при заражении, обусловленном по-
ниженными температурами, как в передней, так и в задней частях
кишечника образуются полиэдры одинакового размера. Латентная
форма заражения сохраняется очень долго, Дэй [88] сообщало
проявлении цитоплазменного полиэдроза в тканевой культуре пос-
ле 40 пассажей, спровоцированного ядерным полиэдрозом.
Аруга и др. [26—29] показали, что болезнь можно спровоциро-
вать рентгеновыми лучами и охлаждением. Такое же действие
оказывают цианат натрия, фтористый натрий, мышьяковая кисло-
та, моноиодуксусная кислота и некоторые другие соединения. Ай-
зава, Фурута и Накамура [23] путем отбора при охлаждении полу-
чили линию тутового шелкопряда, устойчивую к цитоплазменному
и ядерному полиэдрозам.
Цитоплазменный полиэдроз платяной моли
(Tineola biselliella Hum.)
Возбудитель этой болезни был одним из первых выявленных
цитоплазменных вирусов. Вирус развивается главным образом в
кардиальной части передней кишки гусениц платяной моли. Бо-
лезнь характеризуется очень крупными полиэдрами (7—10 мк в
диаметре), шестигранными в проекции. Постепенно болезнь охва-
тывает весь кишечник гусениц, большая часть которых погибает
перед окукливанием. Болезнь появляется в природных «диких»
популяциях, и ее можно усилить путем культивирования на гусе-
ницах моли, собранных в складках одежды и на остатках шерсти
или мехов. Инфекция распространяется с экскрементами при со-
вместном разведении больных и здоровых гусениц. Близким к опи-
сываемому является цитоплазменный полиэдроз моли Tinea pellio-
nella L. [226].
Цитоплазменный полиэдроз Colias philodice
eury theme Boisduv.
Гусеницы этой бабочки, кроме ядерного полиэдроза, поража-
ются также и цитоплазменным полиэдрозом [251]. Болезнь харак-
теризуется тем, что наряду с крупными полиэдрами, размером
3—9 мк (в среднем 5,4 мк), в пораженных клетках находятся и
132
мелкие полиэдры, диаметром от 1 до 2,7 мк. Вирусные тельца име-
ют диаметр 30—50 ммк. Тельца вирусов расположены поодиночно,
относительно редко, как вирусы в тутовом шелкопряде, которых
наблюдали Бергольд и Сутер.
Зараженные гусеницы желтеют и часто изгибаются дугой
вследствие сокращения спинных мышц. При вскрытии обнаружи-
вается неестественно фарфорово-белый, неэластичный кишечник.
Помимо Калифорнии, эта болезнь обнаружена в Египте, после то-
го как Абул-Наср [1] использовал в полевых опытах материал
ядерного вируса из Калифорнии, в котором в виде примеси мог со-
держаться и возбудитель описываемой болезни.
В связи с относительно широким спектром цитоплазменных
полиэдрозов видовое определение возбудителей довольно пробле-
матично. Танада и Чанг [258] провели ряд перекрестных зараже-
ний инфекционным материалом цитоплазменного полиэдроза, вы-
деленным из Colias philodice eurytheme, Bombyx mori и Pseudaletia
unipuncta. Было установлено, что инфекция из Colias philodice вы-
зывала заражение Pseudaletia и Bombyx, но вирус из тутового
шелкопряда в гусеницах Pseudaletia не развивался. Основные ре-
зультаты опытов названных авторов приведены в таблице 7
(в % зараженных гусениц).
Таблица?
Вирусы из Процент заражения гусениц бабочек
Pseudaletia Colias Bombyx
Pseudaletia 80-94,9 98,3 10
Colias 95 88-98 35
Bombyx — 85,7 92,3
Нельсон [180] добился переноса цитоплазменного полиэдроза
от Vanessa cardui L. гусеницам 11 других видов бабочек.
Цитоплазменный полиэдроз капустной совки
(Mamestra brassicae L.)
Цитоплазменный полиэдроз капустной совки был обнаружен
Атже в 1962 г. в подопытных партиях гусениц, разводимых в ла-
боратории. Развитие болезни носило нерегулярный характер. Не-
которые зараженные гусеницы задерживались в развитии, у дру-
гих же не имелось заметных признаков болезни.
Кишечный эпителий пораженных гусениц вспухает, его клет-
ки постепенно лопаются, и освобождающиеся из них полиэдры вы-
деляются с экскрементами. Больные гусеницы менее подвижны и
потребляют меньше корма. В тех случаях, когда больные гусени-
цы окукливаются, в кишечнике бабочек образуются вакуоли, за-
полненные полиэдрами. Такне бабочки в большинстве деформи-
рованы и не спариваются. В их кишечнике происходит дальней-
133
шее развитие вируса. Полиэдры шаровидные, 0,5—8 мк в диамет-
ре. Очищенной жидкостью из отпрепарированных кишечников
больных гусениц можно заражать гусениц 2—3-го возраста, у ко-
торых болезнь проявляется через 6—8 дней после скармливания
им полиэдров.
Подсемейство Paillotelloideae1 Weiser
В этом подсемействе объединены вирусы, которые образуют
в клетках хозяина включения не полиэдрического типа, а непра-
вильно округленного или иного типа, расположенные вне кишеч-
ника.
Эти включения — белковые образования, веретеновидной, сер-
повидной или неправильной формы, они заполнены, как и поли-
эдры, вирусными тельцами. Представители этого подсемейства
относятся также к ядерным вирусам с палочковидными вирусны-
ми тельцами, содержащими ДНК (род Xerosia), с цитоплазмен-
ными шаровидными вирусными тельцами (род Vagoia), с верете-
новидными включениями и род Paillotella с включениями непра-
вильной формы.
Вирусы двух последних родов отличаются также по месту ло-
кализации. Вирусы рода Vagoia поражают жировое тело, а ви-
русы рода Paillotella — лимфоциты гусениц.
РОД PAILLOTELLA STEINHAUS
Эта группа вирусов очень интересна характерными для нее
включениями в цитоплазму клеток, имеющими неправильную или
удлиненную форму. Сами вирусы этого рода пока не описаны, но
все исследования, проведенные Пейо [187], свидетельствуют о ви-
русной этиологии болезни. Вирусное заболевание капустной бе-
лянки, вызываемое данным возбудителем, очень часто наблюдалось
во Франции в 1924 г. и в последующие годы. В последнее время не
появлялось новых данных об этой болезни, однако были описаны
заболевания, которые определенно имеют сходство с первоначаль-
но описанной болезнью капустной белянки. Этот вопрос будет
решен только после обнаружения подлинного возбудителя бо-
лезни.
Вирусы рода Paillotella Steinhaus образуют включения непра-
вильной формы, в виде полос или лент, расположенных в лимфо-
цитах и в жировом теле зараженных бабочек, жуков или мух. Пе-
роральное заражение возможно. Заражение путем инъекций через
короткое время приводит к развитию болезни. Наблюдения Пейо
[187, 188] свидетельствуют о том, что инфекция передается потом-
ству через яйцо.
Пейо [187] при контрастировании наблюдал очень мелкие све-
тящиеся тельца, меньше 0,1 мк, которые были сконцентрированы
134
в шарообразных вакуолях и в цитоплазме микронуклеоцитов. Эти
тельца не проходят через свечи Шамберлена, так как фильтрат не
был инфекционным.
Возбудитель (активная часть инокулюма) восприимчив к
действию тепла, при нагревании до 70—71° С в течение 30 ми-
нут его вирулентность очень резко снижается, а при нагре-
вании до 75° С на такое же время вирус погибает. При инъ-
екции здоровым насекомым лимфы, содержащей вирус, через
24 часа в клетках жирового тела, в микронуклеоцитах и эноцитах
происходят изменения ядерной структуры.
Хроматин собирается в бесформенные сгустки. Возле ядра об-
разуются вначале в виде шапочки, позднее как самостоятельное,
отдельное зернистое тело включения (инклюзии), окрашивающи-
еся красителем Гимза в слабо-розовый цвет.
В непосредственной зависимости от возникновения этой массы
в клетке появляется шарообразной формы образование, лучше все-
го видимое на свежих мазках. Это включение охватывает всю
клетку, после чего она дегенерирует. Стенки оболочки разрыва-
ются, бесформенное тело освобождается и переходит в гемолимфу.
Несмотря на то что ядро пораженной клетки изменяется, оно не
связано непосредственно с образующимся чужеродным телом.
Включения возникают, по-видимому, в связи с процессами, проис-
ходящими в хромидиалыюй, митохопдриевой системе. Поражен-
ные вирусом клетки содержат митохондрии, собранные в несколь-
ко групп, где они распадаются на гранулы, которые образуют
хондриосомы, сидерофпльные массы, из которых затем вырастают
вирусные включения — инклюзии. Факторы, которые влияют на
форму этих включений, неизвестны.
По мере образования этих бесформенных включений снижает-
ся, а затем полностью исчезает их способность окрашиваться,
в связи с чем в мазках и фиксированных препаратах их уже невоз-
можно рассмотреть. В эноцитах при этом заболевании часто от-
мечаются образование гигантских клеток, распадающиеся остат-
ки ядер и тельца включения длиной 3—11 мк и шириной 1—2 мк.
Поражение тканей гусениц капустной белянки этим возбудителем
происходит при нормальных условиях развития вредителя. При
понижении температуры ниже 8° С болезнь не проявляется. Зара-
женные гусеницы не имеют каких-либо заметных симптомов забо-
левания, и только их гемолимфа имеет более вязкую, чем обычно,
консистенцию. Только микроскопическим путем можно установить
диагноз болезни.
Единственным типичным представителем этого рода вирусов яв-
ляется Paillotella pieris Paillot, поражающий капустную белянку
во Франции.
По наблюдениям Пейо [188], в отдельных местностях эта бо-
лезнь вызывает в некоторые годы массовую гибель гусениц белян-
ки. Передача инфекции происходит как трансовариально, так и с
пищей или при уколах паразитических насекомых.
135
Paillotella кольчатого шелкопряда
(Malacosoma neustrium L.)
Арви [31] наблюдала в лимфоцитах кольчатого шелкопряда
включения, которые не окрашивались обычными анилиновыми
красителями, используемыми в гематологии. В лейкоцитах, осо-
бенно в лейкобластах и в базофильных лейкоцитах некоторых
гусениц, появлялись вначале редко, позднее чаще шарообразные
включения, едва достигающие 1 мк в диаметре, не принимающие
красители. В других клетках были обнаружены палочковидные об-
разования, прямые или изогнутые, количество которых было раз-
личным и достигало нескольких десятков. Размер этих образова-
ний 1—2X2—3 мк. Наиболее крупные включения имели размер
2,5X13 мк, и их было по 8—10 в одной клетке. Эти включения
своими концами растягивают и деформируют стенки клеток. Пора-
женные клетки увеличиваются в размерах, одновременно слегка
увеличиваются и их ядра, достигая в поперечнике 20—46 мк.
Включения не окрашиваются Суданом III и нерастворимы в
спирте, эфире, толуоле, ксилоле или бензоле. Слегка растворимы в
слабых щелочах. Внутри включений не было обнаружено каких-
либо образований. Гусеницы, содержащие такие включения, име-
ли нормальный вид, свойственные им окраску и подвижность.
В природных условиях и в лаборатории зараженные гусеницы
в большинстве погибали, причем оставались висеть, цепляясь сред-
ними парами ног к стенкам сосуда. После окукливания части боль-
ных гусениц большинство куколок не заканчивало развития.
РОД VAGOIA WEISER
У единичных особей гусениц бабочек, личинок жуков и дву-
крылых было обнаружено поражение жирового тела, характери-
зующееся наличием в цитоплазме веретеновидных включений. Эта
инфекция распространена во всех клетках жирового тела, но раз-
меры включений неодинаковы. Включения возникают в виде мел-
ких иголок, рассеянных в плазме, откуда исчезают жировые ка-
пельки. Затем эти включения нарастают, образуют тельца ромбо-
видных очертаний с острыми полюсами и, наконец, увеличиваясь'
еще больше, дают яйцеобразные, светопреломляющие образования.
Вначале включения окрашиваются с большим трудом, лишь после
сильного нагревания или после обработки слабой кислотой или
щелочью. После обработки щелочами внутри наиболее крупных
яйцеобразных включений обнаруживается большое количество
мелких яйцевидных телец, подобных тельцам, содержащимся внут-
ри других полиэдров. После обработки, в электронном микроскопе
в молодых включениях не обнаружили каких-либо особых струк-
тур; лишь на последних стадиях развития таких включений [290]
Ваго обнаружил в них шаровидные или яйцеобразные вирусные
частицы, равномерно распределенные в основной массе протеина.
136
По своей форме эти частицы очень напоминают частицы вакцин-
ного вируса, заключены в оболочку и содержат внутри типичное
более плотное образование. В недавно образовавшихся, «моло-
дых» включениях иногда можно заметить переходный момент, ког-
да вирусные частицы (тельца) достигают такой плотности, кото-
рая отличает их от окружающего белка.
Включения подобного рода образуются только в клетках жи-
рового тела. Ядра зараженных клеток в начале развития болезни
не поражаются вирусом. Болезни этого типа обнаружены у личи-
нок хрущей, гусениц бабочек и личинок комаров.
Vagoia мраморного хруща
(Melolontha melolontha L.)
Юрпэн в 1960—1961 гг. обнаружил в окрестностях Сэт в Бре-
тани болезнь личинок хруща, которая характеризуется тем, что в
жировом теле зараженных особей было очень мало капелек жира,
но зато в жировых клетках содержались веретеновидные или ши-
рокояйцевидные белковые включения разной величины — от 2
до 20 мк в длину и от 1 до 18 мк в ширину [138]. Молодые, недав-
но образовавшиеся, строго веретеновидные включения не имеют
какой-либо структуры, но в конечных стадиях на гистологических
препаратах в центре таких овальных включений видны густые или
более редкие розетки светопреломляющих частиц. Ваго, который
провел электронномикроскопическое изучение этого возбудителя,
установил, что в начальных стадиях развития включений в них
нельзя обнаружить какие-либо заметные вирусные структуры.
Вместе с тем в конечных стадиях, когда включения приобретают
широкояйцевидную форму, на их ультратонких срезах он смог
установить равномерно распределенные шаровидные или яйцевид-
ные частички — тельца вируса. Размер этих частичек 250X370 ммк.
В центре их имеются структуры, которые в электронном микроско-
пе отличаются по своей светопроницаемости. Такая структура
очень похожа на структуру вакцинного вируса [290, 294]. Этот ви-
рус отличается от вирусов предшествующего рода Paillotella своей
локализацией — его включения расположены не в клетках гемо-
лимфы, а в цитоплазме клеток жирового тела.
В суспензии материала из жирового тела личинок хруща с
фосфовольфрамовой кислотой Ваго и Круассан [294] обнаружили
свободные тельца, соответствующие вирусу. Эти тельца яйцевид-
ной формы, размером 250 X 370 ммк состоят из более мелких, раз-
мером 22 ммк, шаровидных частичек. Яйцевидными тельцами ви-
руса после дифференциального центрифугирования при 8174 g.
заражали личинок хруща. Для этого вируса нами предложено на-
звание Vagoia melolonthae Weiser.
Пораженные вирусом личинки хруща погибают, их жировое те-
ло в естественных препаратах имеет вид пены с вирусными вклю-
137
чениями между ячейками в этой пене. В других органах включения
не содержатся. Пока в качестве хозяина этого вируса известен
только мраморный хрущ Melolontha melolontha L. во Франции.
Vagoia гусениц зимней пяденицы
(Operophthera brumata L.)
В низинных лесах южной Моравии изредко встречается забо-
левание гусениц зимней пяденицы Operophthera brumata L., кото-
рое похоже на вышеописанную болезнь хруща. У пораженных гу-
сениц при их переходе в последний возраст тело постепенно уко-
рачивается, утрачивается подвижность, заметно белеет содержи-
мое тела, которое просвечивает через зеленый кожный покров.
В мазках из таких гусениц легко обнаружить, что большинство
клеток жирового тела, а также большинство лимфоцитов заполне-
ны массой включений разной величины. Однако каждая клетка
обычно содержит включения одинакового размера. Вначале длина
этих включений едва достигает 1 мк, они широко веретеновидные
до шаровидных. Постепенно они превращаются в длинные, верете-
новидные образования, которые после нагревания или обработки
содой или какой-либо щелочью окрашиваются в синий цвет по
Гимза. После обработки щелочами эти включения заметно удли-
няются и их концы превращаются в длинные острия. В обрабо-
танных щелочами мазках под электронным микроскопом нельзя
было рассмотреть какие-либо внутренние структуры в таких вклю-
чениях. Конечной стадией включений являются широкояйцевид-
ные, несколько сплющенные с боков, очень плохо окрашивающиеся
образования, в которых после обработки щелочью можно ви-
деть большое количество шаровидных телец, как при аналогич-
ной обработке полиэдров классического полиэдроза. Размер яйце-
видных включений 10—12x6—8 мк. Размеры шаровидных телец
внутри включений 0,1—0,4 мк. На срезах, приготовленных из бо-
лее развитых включений, обнаружены шарообразные или яйцевид-
ные, равномерно рассеянные вирусные частицы размером 260—
300 ммк. В пораженных клетках включения лежат в густой сетке
волокон, заполняющих всю цитоплазму.
Пораженные гусеницы обнаруживаются относительно поздно,
к концу их цикла развития.
В нескольких опытах с искусственными заражениями оно уда-
валось через 10—14 дней после скармливания гусеницам листьев,
опрысканных суспензией с вирусными тельцами. В опытах ни од-
на из гусениц, которые по внешним признакам были заражены
этой болезнью, не окуклилась. В жировом теле гусениц вирусные
включения имеются в цитоплазме всех клеток и хорошо отличи-
мы от белковых включений, которые можно обнаружить в жиро-
вом теле перед окукливанием гусениц. Вирусные включения окра-
шиваются после обработки щелочью или кислотой или же после
!38
сильного нагревания. Этот вирус включен в род Vagoia условно,
как и следующий вид, пока не будет лучше изучена ультраструк-
тура возбудителей этих заболеваний.
Vagoia личинок комара-дергуна
(Camptochironomus tentans Fabr.)
В цитоплазме жировых клеток личинок комара Camptochiro-
nomus tentans Fabr. изредка обнаруживают яйцевидные включе-
ния, внутри которых после обработки щелочью оказывается боль-
шое количество шаровидных зернышек, подобных тем, которые на-
ходят в полиэдрах классического полиэдроза. После первого
обнаружения болезни [307] вторично ее выявить не удавалось, и
электронно-микроскопическое исследование возбудителя не про-
ведено. Включения размером 2x3 мк расположены по 2—4 в ци-
топлазме жировых клеток. Перед появлением включений проис-
ходит интенсивное деление ядер, и перегородки между клетками
становятся менее заметными. В жировом теле, полностью охва-
ченном образовавшимися включениями, можно обнаружить и еди-
ничные клетки без включений. В конце процесса образования и
развития включений происходит разрыв клеточных оболочек,
и включения растекаются в гемолимфе по телу, оседая очагами,
главным образом в заднем конце тела. Форма включений перво-
начально кубическая или яйцеобразная, размер 2x2 мк. Помимо
этих включений, в цитоплазме содержится также много мелких,
округлых гранул диаметром 0,2—0,5 мк. В дальнейшем включения
увеличиваются в размере до 10—16X8—10 мк, приобретают яйце-
видную форму и при контрастировании (затенении) светятся.
В гистологических препаратах зернышки, содержащиеся внут-
ри включений, заметны благодаря светопреломлению. Зернышки
во включениях многочисленны и заключены в аморфную оболочку.
Размер этих зернышек 0,3 мк. Включения не окрашиваются Суда-
ном III, не растворяются в горячей воде и в органических раство-
рителях (хлороформ, ксилол, эфир, ацетон, спирт). Слабые кисло-
ты разрушают включения, и после гидролиза они окрашиваются.
Слабоконцентрированными растворами щелочей, таких, как
NaOH, Na2CO3 или KOFI, включения постепенно растворяются,
последующим окислением можно вновь осадить белок. При окра-
шивании красителем Гимза по методу Брейндла и Комарека [73]
во включениях окрашиваются шаровидные тельца размером 0,1—
0,2 мк. По мере растворения включений окрашивается все меньше
и меньше таких шаровидных телец и исчезают светящиеся тель-
ца, видимые во включениях в тени, при фазовом контрастирова-
нии [308].
В пораженных этой болезнью личинках комара, собранных в
озере Дрензее в Гольштейне, наряду с полностью пораженными
частями жирового тела были обнаружены и незараженные. Тела
зараженных личинок заполнены белыми как мел частями жирового
139
тела. Такие личинки погибают перед образованием куколок, и
содержащиеся в них вирусные включения высвобождаются после
разложения тела личинок.
РОД XEROSIA WEISER, ЭЛАСТОВИРУСЫ
Бенц [36] предложил для всей этой группы как для подсемейст-
ва название Elastovirinae, а для описываемого ниже вида — на-
звание Elastovirus tipulae. Несмотря на то что это название хоро-
шо отражает свойства вируса, оно является синонимом названия
Xerosia.
Полиэдроз кровяных телец долгоножки был выделен в дан-
ный род в связи с некоторыми его отличиями от других полиэд-
розов. Возбудители болезней этого рода также вызывают ядерную
вирусную болезнь, но вирусные включения образуются на самой
поверхности ядра и претерпевают совсем иные изменения формы
при воздействии на них щелочами.
Вирусы рода Xerosia относятся к ядерным вирусам палочко-
видной формы, размером 40x300 ммк, которые в большом количе-
стве находятся в серповидных полиэдрах размером 0,5—15 мк.
Эти полиэдры вдавлены с поверхности ядра в его наружную обо-
лочку. В щелочном растворе они вытягиваются в длинные волок-
на, которые в нейтральном растворе вновь принимают первона-
чальную форму. Как и у всех ядерных вирусов, в них имеется
ДНК и отсутствует РНК. Полиэдры обнаружены только в лимфо-
цитах двукрылых насекомых. Возможно пероральное заражение
и болезнь проявляется через 14 дней после заражения. Возможна
латентная форма заболевания. В настоящее время известен только
один представитель данного рода.
Xerosia tipulae Weiser,
эластовирус долгоножки вредной
Ренни [197] обнаружил и описал болезнь, которая оказалась
очень близкой к полиэдрозу. Он обнаружил белковые включения
в лимфоцитах личинок вредной долгоножки Tipula paludosa Meig.
из Шотландии. Зараженные личинки долгоножки не отличались
заметными изменениями ни в развитии, ни в цвете. Лишь к концу
развития болезни нормальный глинисто-серый цвет личинок пере-
ходит в светло-серый, а затем личинки становятся фарфорово-бе-
лыми. Главный признак — это мутно-мол очное окрашивание ге-
молимфы. Под микроскопом можно обнаружить массу белковых
телец неправильной формы, суспендированных в гемолимфе. Смит
и Ксерос [230] заново обнаружили эту болезнь и установили, что
в ядрах лимфоцитов, которые сильно гипертрофируются, образу-
ется хроматиновая строма, заключенная в какую-то перифериче-
скую зону. На ультратонких срезах в полиэдрах и перифериче-
ской зоне можно обнаружить вирусные палочки, расположенные
140
поодиночке или палисадными группами по шесть и более. Каждая
палочка заключена в собственную оболочку, а вокруг нее имеется
свободная зона, увеличивающаяся по мере формирования полиэд-
ра. В то время как размеры вирусной палочки составляют
40x300 ммк, уплотненная зона ее собственной оболочки достига-
ет в ширину 150—200 ммк и в длину 300—400 ммк. Хотя на срезах
видны группы вирусных палочек, располагающихся близко друг
к другу, оболочки развития с большим числом палочек такого ти-
па, как в случаях классического полиэдроза, не образуются. На-
оборот, вирусные палочки лежат в полиэдрах довольно тесно, но
поодиночке и примерно на равных расстояниях одна от другой.
На срезах некоторых материалов можно заметить большую разни-
цу в размерах собственных оболочек вирусных палочек, лежа-
щих ближе к поверхности ядра и в глубине полиэдра. Предстоит
выяснить, объясняется ли эта разница в размерах естественными
условиями или обусловлена методикой приготовления препарата.
Первоначальная основа полиэдров формируется следующим
образом: белок начинает накапливаться вокруг вирусных палочек
на самой оболочке ядра пораженной клетки. Оболочка ядра в та-
ких местах слегка выпячивается в цитоплазму, и возникает чече-
вицеобразный полиэдр, который к концу формирования приобре-
тает форму чечевицы или полумесяца. Удельный вес полиэдров
больше единицы, они не растворяются в спирте, эфире, хлорофор-
ме, глицерине, бензоле и в перекиси водорода. Размер полиэдров
в большинстве 5—7X3—5 мк. Еще Рении наблюдал, что в 1%-ном
растворе NaOH полиэдры увеличиваются в объеме в 2 раза и в
них появляется зернистое содержимое. Аналогичное действие ока-
зывают аммиак и уксусная кислота. Смит и Ксерос [232] наблюда-
ли, что полиэдры в 1 н. растворе NaOH вытягиваются в длину
в 6 и более раз. Вначале они становятся веретеновиднымн, затем
приобретают форму очень узкого полумесяца и наконец вытягива-
ются в длинные волокна. Пока полиэдры не удлинились в 3 раза
против первоначальной длины, этот процесс обратим, и, промыв
полиэдры водой при pH 5—8, можно вернуть полиэдрам их перво-
начальную форму. Однако полиэдры, удлинившиеся сверх указан-
ного предела, вернуть к прежней форме уже невозможно.
Полиэдры, которые были активированы щелочью, а затем ней-
трализацией водой возвращены к первоначальной форме, стано-
вятся настолько «активированными», что реагируют и на слабые
дозы NajCOa (около 2%) или соляной кислоты.
Такое удлинение и последующее укорачивание полиэдров
можно повторять несколько раз; при этом процесс протекает с
такой скоростью, с какой успевают менять растворы. Эта реак-
ция, осуществляемая под покровным стеклом с отсасыванием из-
под него растворов фильтровальной бумагой, служит для диагно-
стики данного вируса.
Растворение полиэдров в 1 н. растворе NaOH происходит очень
медленно и при 20° С не заканчивается в течение 30 минут. Воз-
141
Действием смеси 1 н. растворов NaOH и КОН достигается очень
быстрое (максимум за 1,5 минуты) удлинение полиэдров, и они
растворяются уже через 2—4 минуты. Зрелые полиэдры дают по-
ложительную нингидриновую и ксантонротеиновую реакции и
окрашиваются бромфеноловой синью после 15-минутного гидроли-
за 1 н. раствором НС1 при 60° С.
Болезнь вызывает у хозяина повышенное образование лимфо-
цитов, в связи с чем возникает лейкемия — явление, очень необыч-
ное для насекомых [215]. Полиэдры могут появляться также в не-
которых клетках жирового тела. Полиэдры, концентрируясь в од-
ной части ядра, вызывают вздутие его оболочки, которая растяги-
вается, а затем разрывается. Освободившиеся из ядра полиэдры
проникают в гемолимфу и переносятся с него в новые очаги бо-
лезни. Из пораженных личинок полиэдры освобождаются после
их гибели. Полиэдры сохраняют жизнеспособность после высыха-
ния и разложения тела хозяина.
Распространение болезни полностью не установлено. Ренни и
Смит, а также Ксерос обнаружил болезнь в Шотландии, а Мюл-
лер-Кеглер в 1957 г. в ФРГ. Болезнь, по-видимому, распростра-
нена очагами и передается со слабозараженными взрослыми на-
секомыми, а также естественным путем и трансовариально. О сте-
пени смертности насекомых от этой болезни данных не имеется.
Подсемейство Bergoldioideae Weiser—гранулезы
Подсемейство содержит энтомопатогенные вирусы, у которых
не образуются полиэдры с большим числом вирусных телец, в ко-
торых одиночные палочки вирусов заключены в собственную бел-
ковую оболочку и способны образовывать гранулы субмикроско-
пических размеров. Белковые оболочки защищают вирус от не-
благоприятных влияний внешней среды, а также от желудочного
сока насекомых. Развитие этих вирусов включает в себя уже из-
вестную часть цикла от провируса через образование вирусной
палочки и собственной оболочки вируса до обволакивания вирус-
ной палочки, представляющей собой стадию, служащую для пе-
редачи инфекции. Процесс образования полиэдров отсутствует.
При гранулезах поражаются клетки жирового тела, гиподермис и
трахейные матрицы, как и при классическом полиэдрозе. Един-
ственным известным исключением из этого правила является гра-
нулез гусениц Harrisina brillians, при котором поражаются ядра
клеток кишечника.
Определенные несоответствия имеются в прежних наблюдени-
ях относительно локализации гранул в зараженных клетках. Гра-
нулы появляются в ядре клетки и лишь после уничтожения ядра
проникают как шаровидная масса в цитоплазму. В тех случаях,
когда наблюдения проводились лишь на этом этапе развития,
считали, что данный возбудитель вызывает поражение цитоплаз-
142
мы. Хугер и Криг [133] изучили процесс развития гранулеза и
установили, что подлинным местом развития инфекции является яд-
ро. В материале, описанном Бердом [59], говорится о фагоцити-
рованных гранулах, которые хотя и находились фактически в
цитоплазме лимфоцитов, однако образовались не в ней. Из-за
неясности в вопросе о локализации гранул в ряде случаев было
предложено выделить род Steinhausia как возбудителей цито-
плазменных гранулезов. Детальное изучение видов, которое мы от-
несли к этой группе, показало, однако, что они являются возбу-
дителями ядерных гранулезов. В настоящее время цитоплазмен-
ные гранулезы насекомых неизвестны и род Steinhausia не суще-
ствует. Вместе с тем возбудителя ядерного кишечного гранулеза
гусениц Harrisina Вейзер, так же как и Бенц [36], считают отли-
чающимся от других возбудителей в такой степени, что его мож-
но отнести к новому роду Capsula(-virus) Benz.
Первые данные о гранулезах насекомых появились в литерату-
ре в 1926 г., когда Пейо описал болезнь гусениц капустной белян-
ки, названную им «ложным ожирением», для которой характер-
но молочное помутнение гемолимфы гусениц. Тельца, которые вы-
зывают такое побеление лимфы, можно было различить под
микроскопом при фазовом контрастировании. Позднее в 1934 г.
Пейо обнаружил еще одну такую же болезнь на гусеницах озимой
совки (Еихоа segetum Schif.). Трем в 1947 г. выявил гранулез на
гусеницах Choristoneura fumiferana в Канаде, а Штейнхауз в
том же году обнаружил подобную болезнь на гусеницах Peridro-
та margaritosa Hbn. Он фильтровал вирусные тельца, изучал те-
чение болезни и установил, что гранулез является особым типом
вирусного заболевания. Бергольд [41], изучая гранулез еловой ли-
стовертки Choristoneura murinana Hbn., доказал, что мелкие тель-
ца в гемолимфе являются вирусными палочками, заключенными
в белковую капсулу.
РОД BERGOLDIA STEINHAUS, ГРАНУЛЕЗЫ
ЖИРОВОГО ТЕЛА
Пейо вначале объединял эти вирусы в группу Borrelina [188]
вместе с возбудителями полиэдроза. Жданов [330] предложил для
возбудителей гранулеза название Capsulatus, а Эндрюс — свое
название Bergoldiavirus, которое применяется некоторыми авто-
рами. Все эти названия являются синонимами, а основным при-
нятым названием этого рода служит Bergoldia Steinhaus.
Вирус, его морфология и развитие. В пораженных клетках хо-
зяина ядра увеличиваются, хроматин в них преобразуется в бес-
форменную строму с положительной реакцией Фельгена. Возника-
ют сетчатые, взаимно переплетенные структуры, в ячейках кото-
рых исчезает ДНК [130]. С развитием стромы ядерная оболочка
распадается на многослойные цитомембраны, хроматиновая сет-
ка распространяется по всей клетке, и из нее также по всей
143
клетке растекаются вирусные тельца, которые вначале развива-
лись еще в ядре, в ячейках этой сетки [133].
Вирусные тельца расположены возле волокон стромы, как и
при классическом полиэдрозе. Размер этих телец в большинстве
30—70x200—400 ммк. Постепенно вирусные тельца отдаляются
от стромы и обволакиваются белковой капсулой. В каждой кап-
суле находится только одно вирусное тельце. Размеры этих кап-
сул, которые в известной мере напоминают оболочки развития по-
лиэдров, различны и зависят в некоторой степени от вида вируса,
но также и от метода фиксации материала и дальнейшей его об-
работки при изготовлении препарата. Размеры капсул колеблют-
ся в пределах 100—200 ммк в ширину и 280—500 ммк в длину,
форма их яйцеобразная, с закругленными концами. Хугер и Криг
[133] в некоторых случаях наблюдали, как происходило образова-
ние капсул: на вирусную палочку со всех сторон отлагались мел-
кие гранулы белка, который можно различить в массе стромы.
Агломерация и слияние этих белковых частиц вокруг вирусной
палочки изолируют ее от других телец, расположенных вокруг па-
лочки.
Гранулы концентрируются в мелких вакуолях цитоплазмы и
при фазовом контрастировании светятся в тени. После полного
уничтожения ядра клетка распадается и гранулы переходят в ге-
молимфу, окрашивая ее в молочно-белый цвет и распространяют-
ся с ней по телу пораженного насекомого. Лимфоциты захваты-
вают свободные гранулы и концентрируют их в шарообразные
сгустки, однако остановить развитие болезни они не способны. Гу-
сеницы после уничтожения всего жирового тела погибают от ис-
тощения.
Разные фазы развития болезни на различных видах хозяев
протекают неодинаково. У одних хозяев инфекция удерживается
в ядре до его полного уничтожения, у других — переходит .в ци-
топлазму, а ядро существует еще относительно долго после нару-
шения его функций.
Локализация в хозяине, диагностика, экспериментальный пере-
нос. Главным очагом инфекции является жировое тело; в связи с
этим инфекция распространена почти по всему телу пораженной
особи и развитие болезни протекает относительно равномерно во
всех клетках. В трахейных матрицах и гиподерме инфекция про-
является несколько позднее, а в лимфоцитах — лишь после раз-
рушения первых пораженных клеток.
Внешние симптомы болезни — постепенное побеление заражен-
ных особей, снижение их подвижности и молочно-белая окраска
гемолимфы. Гранулы вирусов в проходящем свете выглядят как
желтоватые токи частичек на границе разрешающей способности
микроскопа. Они светятся при фазовом контрастировании, и их
можно различать в тушевых мазках. Доказательство наличия ин-
фекции можно получить при обнаружении под электронным ми-
кроскопом как гранул, так и свободных вирусных палочек. Для
144
фиксации гранул применяют 0,1 н. раствор NaOH или 0,04 М
раствор Na2CO3 [41], в зависимости от характера материала;
обычно фиксация длится 15 минут. Для выделения гранул ис-
пользуют мацерированный материал из погибших больных гусе-
ниц, который декантируют и центрифугируют при 3000 об/мин;
после отделения остатков тканей мутную жидкость центрифугиру-
ют один час при 10 000 об/мин. Для фильтрации Бергольд [44]
использовал фторуглерод, а Бракке [69] последовательное центри-
фугирование в концентрированных растворах сахарозы.
Растворенные гранулы после центрифугирования дают серо-
синий осадок, содержащий только палочки вирусов.
Гранулы вируса инфекционны для хозяина при пероральном
введении. Первые гистологические признаки заражения появляют-
ся уже через 2 дня после инфицирования, а через 8—10 дней бо-
лезнь проявляется в побелении гусениц и снижении их подвиж-
ности. Гибель пораженных гусениц наступает быстро, в зави-
симости от развития болезни на 15—30-й день. Скорость развития
болезни зависит от температуры: при температуре 23° С —
14 дней, при 19°—16 дней, при 17° — 22 дня, а при 13° С —
40 дней.
Признаки, отличающие больных гусениц, в разных случаях мо-
гут быть различными. Вначале появляются посветлевшие пятна в
местах, где жировое тело прилегает к кожному покрову, позднее
эти пятна сплываются, а кожица натягивается, после чего гусе-
ницы перестают двигаться, не принимают пищу, а лишь слегка
поворачивают голову и двигают челюстями. Наиболее восприим-
чивы к заражению гусеницы первых возрастов, в последних воз-
растах они довольно устойчивы.
Серологические исследования [155—157] показали, что белко-
вые оболочки двух близких возбудителей гранулезов серологиче-
ски также очень близки, а протеин и его антигены значительно от-
личаются от протеина возбудителей полиэдрозов.
Видовая специфичность гранулезов детально еще не изучена.
Насколько известно, возбудитель гранулеза капустной белянки
инфекционен также для репной белянки, гранулез Choristoneura
murinana заражает и Epinotia nigricana Н. S., а гранулез амери-
канской белой бабочки в Европе перешел на этого вредителя с
какого-то другого европейского вида.
Латентные инфекции обычны для гранулезов, их можно спрово-
цировать в лабораторных условиях, воздействуя режимом корм-
ления, и вызывать острую форму болезни у части гусениц. Пере-
дача инфекции через яйцо доказана для американской белой ба-
бочки, озимой совки и Choristoneura murinana.
Возбудители гранулезов были использованы во многих опытах
для биологической борьбы с разными вредными бабочками. Ре-
зультаты имели лишь местное значение, поскольку болезнь пере-
ходит в латентную форму, как только уменьшается количество
гранул в корме.
10 Я. Вейзер
145
Гранулез капустной и репной белянок
Пейо в 1934 г. описал болезнь гусениц капустной белянки во
Франции, которая проявлялась в пожелтении и гибели гусениц, по-
белении их гемолимфы, разжижении и вытекании содержимо-
го тела больных особей. Вирус Bergoldia brassicae Paillot вызы-
вает болезнь, которая соответствует этому общему описанию.
Пораженные клетки имели увеличенное ядро со значительно изме-
ненным хроматином, распавшимся на бесформенные сетчатые об-
разования.
Эти сетчатые структуры с развитием болезни перемещались к
периферии клетки, а в цитоплазме появлялись округлые вакуоли,
заполненные гранулами. Позднее эту болезнь обнаружили Ваго,
Лепин и Круассан [295], а Танада [261] изучал ее также на реп-
ной белянке. Танада считал, что вирус-возбудитель этой болезни,
обнаруженной на Гавайских островах, является видом Bergoldia
virulenta, так как он был выделен из другого хозяина и локали-
зован в ядрах пораженных клеток, в то время как описанный
Пейо вирус локализуется в цитоплазме. Последними работами
это различие было объяснено, и очень детальные исследования
Танады содержат, по всей вероятности, подробное описание виру-
са Bergoldia brassicae. Возможность переноса гранулеза с капуст-
ной белянки на репную доказали Ваго, Бильотти [49], Келси, а
также Смит и Риверс [226].
Размер палочковидных телец, по данным Бергольда [44], сос-
тавляет 42X268 ммк, по Смиту и Риверсу [226], 80x200 ммк, а по
данным Танады 41—50x291—300 ммк. Размер яйцевидных гра-
нул 100—200x300 ммк. Развитие вируса в ячейках хроматиновой
сетки происходит, как это описано ранее. Жировое тело, трахей-
ные матрицы и гиподермис поражаются одновременно. В жировом
теле вначале поражаются лишь некоторые участки, «островки»,
которые затем расширяются и сливаются в общую пораженную
массу. В то время, когда клетки жирового тела преобразуются в
мешочки, наполненные гранулами вируса, кишечник перестает
нормально функционировать, и через него в полость тела прони-
кают бактерии, что приводит к гистолизу и гибели гусеницы. Раз-
жижение тканей тела похоже на тот же процесс при полиэдрозе.
Болезнь поражает главным образом гусениц первых возра-
стов. У гусениц последних возрастов признаки болезни часто бы-
вают скрытыми, однако при окукливании больных гусениц кож-
ный покров куколки формируется не полностью, образуются лишь
его головная и задняя части, а посредине остается кожица гусе-
ницы. Побурение мертвых гусениц является результатом деятель-
ности бактерий. В тех случаях, когда из больных гусениц все же
развиваются бабочки, они имеют слаборазвитые яичники, и отро-
ждающиеся из отложенных такими самками яиц гусеницы в массе
погибают. Танада испытывал эту инфекцию на гусеницах репной
белянки и установил, что при даче гусеницам больших доз вирус-
146
ных гранул гибель гусениц первых трех возрастов наступает че-
рез 2—4 дня, а в 4—5-м возрастах — через 3—6 дней после зара-
жения. Гусеницы последнего, 5-го возраста наиболее устойчивы,
развитие болезни у них длится 4—13 дней, а смертность состав-
ляет 35%. Остальные 65% гусениц жили до 26 дней, часть из них
окукливалась, и из некоторых куколок вылетели бабочки. При
уменьшении инфекционной дозы наблюдалось удлинение периода
инкубации. При температуре около 30° С развитие болезни уско-
ряется, а при температуре выше 36° С зараженные гусеницы в
большинстве выживают.
Высушенные или замороженные вирусные гранулы сохраняют
жизнеспособность в течение нескольких месяцев. Гранулы перено-
сят нагревание до 70° С в течение 30 минут и до 75° С в течение
10 минут [261]. Вирулентность возбудителя колеблется, но ее мож-
но в известной мере усилить путем отбора гусениц при искусст-
венном их заражении. Риверс [198] установил, что разные попу-
ляции капустной белянки обладают различной восприимчивостью
к одному и тому же инфекционному материалу.
Гранулез капустной белянки известен в Европе из ФРГ, Анг-
лии [198], Франции [192, 295], Чехословакии и СССР. Болезнь
появляется также на репной белянке в Чехословакии, Англии
[226] и во всем ареале этого вредителя в Америке и в Новой Зе-
ландии.
Танада [261] и Томпсон [276] безрезультатно пытались перене-
сти этот возбудитель гранулеза на Peridroma rnargaritosa Haw.,
Junonia coenia Hubn., Sabulodes caberata Guenfe, Estigmene ac-
rea Drury и Colias philodice eurytheme Boisd. Также безуспеш-
ными оказались их попытки заразить тем же вирусом Bergoldia
brassicae Paillot репную белянку. Ваго [282] заражал гусениц ка-
пустной белянки смешанной инфекцией гранулеза и полиэдроза.
Опыты практического использования возбудителя гранулеза
дали различные результаты. Танада [261] проводил опрыскивание
суспензией, приготовленной из одной больной гусеницы репной бе-
лянки 5-го возраста в 1—2 л воды с добавлением эмульгатора
«Тритон В» и отметил на 4—10-й день повышенную смертность гу-
сениц репной белянки. Бильотти и др. [49] применяли для опры-
скивания суспензию из двух гусениц в 1 л воды с 3% не образу-
ющего ионов эмульгатора против гусениц капустной белянки и до-
бивался 100%-ной гибели через 30 дней.
Гранулез Peridroma rnargaritosa Haw.
Описание этой болезни, сделанное Штейнхаузом в 1947 г., по-
будило вирусологов начать изучение гранулезов насекомых.
Штейнхаузом было высказано предположение, что возбудители
гранулезов являются новой группой вирусов.
Возбудитель данной болезни — вирус Bergoldia daboia Stein-
haus образует палочки размером 40x340 ммк, заключенные в кап-
10’
147
суды размером 0,25—0,4 мк. Уничтоженные вирусом клетки мутно-
белые, а пораженное жировое тело в местах развития инфекции
содержит непросвечивающиеся белые островки. Тело гусениц пос-
ле их гибели не растекается, сморщивается и кожица не разры-
вается так легко, как при полиэдрозе.
Пероральное заражение возможно и проявляется через
2—3 дня в том, что больные гусеницы потребляют меньше пищи
и отстают в развитии [254]. Попытки вызвать обострение латентных
инфекций повышенной температурой, охлаждением, ультрафиоле-
товым светом или непригодным кормом желаемых результатов
не дали [250].
Гранулез еловой листовертки (Choristoneura
murinana Hbn.)
Гранулез этого вредителя — давно известная болезнь, которая
была определена как вирусное заболевание Бергольдом еще в
1948 г. Вирус Bergoldia calypta Steinhaus был выделен из попу-
ляции листовертки при ее массовом размножении в Шварцвальде
из материала, который был предназначен для отправки в Канаду,
с целью его использования против родственного вредителя ели
Choristoneura fumiferana Clem.
На указанном вредителе гранулез был зарегистрирован еще
раньше. Обе болезни очень близки друг к другу и в связи с тем,
что паразиты листовертки были завезены из Европы в Канаду за
несколько лет до обнаружения в этой стране гранулеза, весьма
правдоподобно, что и возбудитель болезни был завезен в Кана-
ду с паразитами. Поэтому канадский вирус-возбудитель грануле-
за еловой листовертки не получил признания как самостоятель-
ный вид.
Bergoldia calypta Steinhaus проникает в тело хозяина через
пищеварительный тракт, и через 6—8 дней появляются первые
признаки инфекции в ядрах клеток жирового тела. Ядра вздува-
ются, хроматин собирается в неправильно разветвленные образо-
вания и позднее возникают его очень характерные сетчатые
структуры. Вначале такие структуры плотные, в дальнейшем они
все больше расширяются и заполняют все пространство клетки.
Вирусные палочки появляются в еще неразрушенном, закрытом
ядре в течение первых 4 дней. Вначале они оголенные, размером
41X257 ммк, свободно расположены в плазме ядра или же лежат
на стенках ячеек стромы. Нити стромы состоят из бесчисленных
мелких шарообразных частичек [133] и окрашиваются реакцией
Фельгена, что доказывает наличие ДНК [130]. Вокруг отдельно
расположенных вирусных палочек формируется белковая капсу-
ла, которая образуется за счет изменения шарообразных части-
чек, составляющих строму, или же только в связи с их перемеще-
нием. Вокруг образующихся капсул остается свободное прост-
ранство, шаровидные частички сосредоточиваются на поверхности
148
вирусных палочек, причем последний слой белковых частичек от-
личается по форме [133] *. В глубоких слоях оболочки белок гомо-
генный. Размеры оболочек, измеренных на ультратонких срезах,
колеблются от 0,2—0,25 мк в ширину до 0,3—0,5 мк в длину. По
мере образования оболочек уменьшается масса стромы, и в ко-
нечном итоге она вся преобразуется в массовое скопление гранул.
Вирусы, которые вначале развиваются только внутри ядра, рас-
пространяются по всей клетке и сливаются в шарообразные ско-
пления в цитоплазме. Как мы уже упоминали, Берд обнаружи-
вал в лимфоцитах после фагоцитоза нетронутые ядра, а скопле-
ния гранул находились в цитоплазме. В лимфоцитах при этой
болезни в отличие от заболеваний, вызываемых полиэдреиными ви-
русами, ядра не повреждаются.
Болезнь протекает в течение 15—20 дней и заканчивается ги-
белью гусениц.
В течение недели после заражения в теле гусениц можно об-
наружить ненормально побелевшие места, гусеницы удлиняются,
увеличиваются в размерах, межсегментные складки углубляются,
подвижность гусениц снижается. К концу болезни они уже не пи-
таются, мало и с трудом передвигаются, с опозданием и вяло реа-
гируют на внешние раздражения и в конечном итоге погибают.
Среди гусениц, упавших с деревьев при стряхивании, легко отли-
чить больных гранулезом по их заметной светлой окраске, резко
отличающейся от побуревших гусениц, больных полиэдрозом. По-
сле прокола из больных гусениц вытекает молочно-белая жид-
кость. При вскрытии в больных гусеницах видно непрозрачное
белое, пораженное жировое тело вместо желтоватого и прозрач-
ного. В натуральных препаратах гранулы вытекают из лопнувших
жировых клеток в виде сероватого иди буроватого потока субми-
кроскопических частиц, которые светятся под микроскопом при за-
тенении. К концу развития болезни в клетках кишечника и ме-
жду ними появляются бактерии, проникшие туда из содержимого
кишечника. Под воздействием этих бактерий разлагаются кишеч-
ный тракт и мышечные ткани, однако главным источником жид-
кости является жировое тело, которое лишается всего жира и пре-
вращается в мешок, заполненный водянистой плазмой и массой
гранул.
Инфекция с кормом передается гусеницам Choristoneura muri-
nana Hbn., Ch. fumiferana Clem., а также гусеницам Epinotia ni-
gricana H. S., обитающим вместе с первыми двумя вредителями
на том же кормовом растении и сходным с ними по характеру
питания. Наиболее восприимчивы к заражению гусеницы первых
трех возрастов, менее восприимчивы гусеницы 4—5-го возрастов.
В куколках Ch. murinana было установлено наличие возбуди-
теля гранулеза, который из гусениц последнего возраста перехо-
1 Берд [63] в своем материале находил вначале свободные оболочки, в ко-
торых затем постепенно образуются вирусные частицы.
149
дит во взрослых насекомых и с ними распространяется в новые
участки ареала вредителя. В природе вирус сохраняется в остат-
ках мертвых гусениц в паутинных гнездах на ветках, в укрытиях
гусениц 1-го возраста, в почках ели (где инфекция передается
гусеницами Е. nigricana) или в трещинах коры стволов. Тело
мертвых гусениц разлагается, и разносу инфекции способствуют
клопы, жуки, пауки и клещи. Из зараженных гусениц гранулы
могут попадать в пищеварительный тракт хищных или же на яй-
цеклад паразитических насекомых, и тогда они также являются
распространителями болезни.
Гранулез постоянно сопутствует массовым размножениям Ch.
murinana в Европе, а в Чехословакии эта болезнь обычна везде,
где распространен ее хозяин. Степень развития болезни очень
существенно колеблется. Во влажные годы с холодным июнем,
когда развитие листовертки задерживается, заражение гусениц в
популяциях достигает более 30%, в то время как в благоприят-
ные для развития вредителя сухие и теплые годы поражается
всего 2—7%' особей. Каждое дерево и даже каждая ветка ели
с массой гусениц представляют из себя самостоятельный очаг.
В сборах 1956 г. [309] степень заражения в разных образцах ко-
лебалась от 0 до 86%’ гусениц. Год спустя [83] на той же терри-
тории гранулезом было заражено от 2 до 17,2% гусениц. Забо-
левание Ch. murinana гранулезом не имеет такого характера, как
полиэдроз гусениц непарного шелкопряда, когда постепенное пе-
резаражение гусениц в популяции приводит к массовой их гибели
на всей территории массового размножения. По нашим наблюде-
ниям, при заболевании гранулезом создается система мелких рас-
ширяющихся очагов болезни. В итоге центральная часть очага
очищается от инфекции и через два сезона вновь заселяется здо-
ровой популяцией. На одном и том же дереве на вершинных
ветках бывает заражено 4—6% гусениц еловой листовертки, и в
то же время на нижних ветвях в глубине кроны заражение до-
стигает 16%' и выше. В подлеске елового леса можно обнаружить
окуклившихся гусениц, которые упали с верхних веток деревьев.
Степень развития болезни среди этих гусениц также иная, чем
среди гусениц, оставшихся в кроне деревьев.
Инфекция накапливается в популяции до последнего возраста
гусениц. У большинства гусениц болезнь проявляется особенно
резко в период окукливания, когда здоровые гусеницы нормаль-
но окукливаются, а пораженные остаются в стадии гусеницы.
Меньшая подвижность, неповоротливость больных гусениц приво-
дят к тому, что в пробах, собранных путем стряхивания с де-
ревьев процент зараженных особей обычно бывает несколько
выше, чем в пробах, взятых непосредственно с ветвей.
Опыты по использованию возбудителя этого гранулеза для
борьбы с еловой листоверткой не дали удовлетворительных ре-
зультатов. Рост числа зараженных гусениц после опрыскивания
инфекционным материалом был незначительным. Стейрс и Берд
150
[238] применяли инфекцию гранулеза Ch. murinana путем опры-
скивания гусениц 3-го и 4-го возраста и в том же сезоне добились
развития болезни у 61% гусениц. Для опрыскивания использова-
лась суспензия смеси гранул и полиэдров с расходом 300 мл на
дерево при концентрации 10 млн. вирусных частиц в 1 мл. При-
менение смеси вирусов сократило период инкубации возбудителей.
Если нужно обеспечить совместное заражение обоими виру-
сами, необходимо опрыскивание суспензией возбудителя грану-
леза проводить раньше и в более высокой концентрации. Распро-
странение болезни в популяции вредителя протекает очень мед-
ленно.
Гранулез озимой совки (Agrotis segetum Schiff.)
В популяциях озимой совки в Европе относительно часто об-
наруживается заболевание гранулезом, которое по своему разви-
тию и признакам соответствует другим гранулезам. Есть все
основания полагать, что это заболевание идентично болезни, опи-
санной Пейо [192] на гусеницах озимой совки во Франции. В сво-
ем описании Пейо различал три типа «ложного ожирения» со
сходными локализацией и развитием в организме хозяина. Побе-
ление гусениц одинаково при всех трех типах. Первый тип забо-
левания, по описанию Пейо, развивается медленнее и только в
жировом теле. Второй тип нормально жизнеспособный, быстро про-
никает во все восприимчивые ткани. Третий тип характеризуется
тем, что содержимое тела погибших гусениц быстро разжижается
и вытекает.
Вирус — возбудитель гранулеза озимой совки не был обнару-
жен под электронным микроскопом. По предложению Жданова
ему присвоено название Bergoldia euxoae Shdanov. О видовой
специфичности этого вируса и неспособности заражать других
хозяев ничего не известно. Возможно, что с этим врзбудителем
связаны другие вирусы, которые описаны на гусеницах разных ви-
дов совок.
Таким вирусом является Bergoldia daboia Steinhaus из
Peridroma margaritosa Haw. Другой вид гранулеза поражает гу-
сениц Pseudaletia unipuncta Haw. и при пероральном зараже-
нии вызывает, особенно в комбинации с возбудителем полиэдро-
за, высокую смертность (85%) гусениц 3-го возраста через 6—8 дней,
55%' гусениц 4-го возраста через 8—10 дней [264]. Гусеницы
последнего возраста, как обычно, устойчивы, и их смерт-
ность при заражении едва достигает 22%. Применение инфекци-
онного материала чистого гранулеза в полевых условиях вызывало
смертность не более 20%, а в сочетании с полиэдрами приво-
дила к 80%-ной гибели гусениц. Синергирующий фактор термо-
стабилен, так как инактивированный вирус гранулеза синергиче-
ски влияет на развитие полиэдроза, так же как и живой вирус.
Штейнхауз [246] сообщал о других гранулезах, поражающих
151
Laphygma frugiperda Smith, L. exigua Hiibner, Nephelodes emtne-
donia Cram., Chorizagrotis auxillaris Grote.
Позднее им был обнаружен гранулез гусениц Еихоа ochroga-
ster. Хилл наблюдал гранулез гусениц Plusia californica Lower.
Ловер [163] в 1954 г. зарегистрировал гранулез Persectania ewin-
gi, а Смит и Риверс [226] указывают заболевание гранулезом
для Euplexia lucipara L. и Melanchra persicaria L.
Гранулез американской белой бабочки {Hyphantria
cunea Drury)
В популяциях американской белой бабочки в Америке неиз-
вестно заболевание каким-либо гранулезом, не было отмечено
также ни одного случая гранулеза на гусеницах этого вредителя
после его завоза в Европу и до 1957 г. Лишь в 1957 г. в лабора-
торных условиях впервые были обнаружены гусеницы необычно
белой окраски с молочно-белой гемолимфой. Такие гусеницы по-
гибали на дне изоляторов, и их тело оказывалось заполненным
белой жидкостью. Гемолимфа пораженных гусениц содержала гу-
стую массу яйцевидных гранул размером 0,5—0,6X0,25—0,35мк
с одной палочкой внутри размером 60X240—270 ммк. Возбуди-
тель болезни вирус Bergoldia kovachevichi Schmidt et Philips раз-
вивается в гусеницах, так же как и все остальные возбудители
гранулезов насекомых, в хроматиновой строме ядер клеток жиро-
вого тела. Возбудитель перорально заражает гусениц во всех
возрастах, но особенно восприимчивы к заражению гусеницы пер-
вых трех возрастов. В течение 2 дней после заражения наступают
изменения в ядрах клеток жирового тела, через 5 дней начинает-
ся гибель гусениц, а через 14 дней зараженная популяция полно-
стью погибает. Болезнь передается через яйцо последующему по-
колению. Кривая на рисунке 1 показывает ход развития болез-
ни гусениц, вышедших из яиц, от-
ложенных самками, вылетевшими
из перезимовавших куколок. Лабо-
раторные условия способствуют
развитию болезни, которая часто
делает невозможным искусственное
разведение этого насекомого. Бо-
лезнь впервые появилась в Приду-
найской области и в Хорватии.
В 1957 г. автор завез инфекцию из
Хорватии в Чехословакию и в рай-
оне Шаморина в Словакии приме-
нил ее путем опрыскивания деревь-
ев, на листьях которых находились
гусеницы американской белой ба-
бочки 3-го возраста. Аналогичным
образом инфекционным материалом
Рис. 1. Смертность гусениц аме-
риканской белой бабочки (4-го
возраста в популяции) заражен-
ной гранулезом.
152
были обработаны паутинные гнезда с гусеницами вредителя на
деревьях в окрестностях городов Нитра и Новы Замки. В 1958 г.
в местах внесения инфекции болезнь не проявилась, однако сре-
ди гусениц, вышедших из яиц, собранных с опрыснутых деревьев,
уже в 3-м возрасте наблюдалась 12%-ная смертность, а в после-
дующих возрастах она возросла до 98%.
Однако это увеличение следует объяснить также перезараже-
нием гусениц в процессе их выкармливания в лаборатории в стек-
лянных банках. Из гусениц 5-го возраста, собранных в местах
внесения инфекции, нормально окукливалось без признаков бо-
лезни 65%, остальные были поражены гранулезом. Инфекция из
искусственно созданных очагов была разнесена в другие местно-
сти Словакии. В 1960 г. путем анализа проб, взятых в популяци-
ях американской белой бабочки из разных мест южных районов
Словакии, было установлено заражение этого вредителя на всей
обследованной территории, а в местах массового его размноже-
ния отмечено появление больных гусениц, содержащих массу гра-
нул. Заражение гранулезом установлено для гусениц, собранных
со всех кормовых растений этого вредителя.
Шмидт [202] доказала, что кормление гусениц непригодным
кормом приводит к более интенсивному проявлению болезни.
В опытах автора основное влияние на развитие болезни оказы-
вала не пища, которую дают гусеницам в лабораторных выкор-
мках, а повышенная влажность. Кроме того, сказывалось и отсут-
ствие стерилизующего действия солнечного света.
Возбудитель гранулеза, нанесенный на кору деревьев в виде
водной суспензии, сохранял вирулентность более года. Хотя этим
путем может происходить заражение гусениц и в следующем го-
ду, передача инфекции из поколения в поколение осуществляется
главным образом через яйца, отложенные больными самками.
Американская белая бабочка заразилась гранулезом при своем
распространении по Европе; вероятнее всего, это произошло в се-
верной части Югославии при контакте с другими вредителями
плодовых деревьев. Когда в Югославии впервые была обнаруже-
на эта болезнь на гусеницах американской бабочки, популяции
этого вредителя в Венгрии и Чехословакии были еще свободны
от гранулеза.
В результате многолетнего развития на новом хозяине имев-
шегося в Европе возбудителя гранулеза и в итоге естественного
отбора образовался новый штамм, значительно отличающийся от
первоначального. Вместе с тем следует указать, что в европейском
ареале американской бабочки не было отмечено перехода нового
типа гранулеза на других хозяев.
Гранулез листовертки Eucosma griseana Hbn.
Одной из европейских болезней, которые напоминают грану-
лез еловой листовертки, является гранулез Eucosma griseana
Hbn., обнаруженный в Энгадине (Швейцария) Мартиньони, ко-
153
торый позднее [170, 173] провел ряд опытов с возбудителем этой
болезни. Болезнь ничем не отличается от остальных гранулезов
по своему патогенезу, развитию в тканях хозяина и по другим при-
знакам.
Пероральное заражение гусениц дает хорошие результаты,
и при достаточно высоких дозах на 5—6-й день происходит
гибель зараженных гусениц. В 1953—1955 гг. отмечалось сильное
развитие гранулеза, который вызвал массовую гибель гусениц
Е. griseana.
В некоторых местностях смертность гусениц достигала 100%'.
Высокая степень заражения в обширном ареале вредителя сви-
детельствует о том, что имеет место широко распространенный ла-
тентный тип инфекции, которая в указанные годы дала сильную
вспышку острой формы заболевания, что привело к массовой ги-
бели гусениц.
Опыты по использованию возбудителя этого гранулеза в виде
аэрозолей против названной листовертки не дали положительных
результатов. Мартиньони и Ауэр [173] применяли с этой целью
суспензию, содержащую 18—107 гранул в 1 мл. Бенц [35], исполь-
зуя для перорального заражения в сравнительных опытах старый
вирусный материал, установил, что хранение возбудителя в виде
водной суспензии в холодильнике в течение 6 лет приводило к
снижению эффективности материала на 90% по сравнению с его
эффективностью в опытах Мартиньони и эффективностью вируса
в минувшем сезоне. Изучение гранулеза в гусеницах, собранных
из разных областей, показало, что LD50 для двух разных популя-
ций отличалась на 50%'. Помимо различной восприимчивости к бо-
лезни разных популяций вредителя, установлена также разница
в восприимчивости гусениц разных возрастов. Для гусениц 5-го
возраста LD50 в Ю0 раз выше, чем для гусениц 4-го возраста.
Опыты Бенца, изучавшего устойчивость этого вируса к воздейст-
вию факторов, внешней среды, показали, что на ветках, пол-
ностью освещенных солнцем, вирус сохранялся в количествах, до-
статочных для заражения 45% гусениц. Было также доказано, что
аэрозольное распыливание инфекционной суспензии против гусе-
ниц Eucosma griseana 2-го и 3-го возраста дает такой же резуль-
тат, как и против гусениц 1-го возраста, что объясняется главным
образом большей прожорливостью гусениц старших возрастов.
Гранулез яблонной плодожорки (Carpocapsa
ponionella L.)
Первым известным вирусным заболеванием яблонной плодо-
жорки является гранулез, описанный Танадой [267]. Возбудите-
лем гранулеза является вирус 50,7 ммк ширины и 313,5 ммк дли-
ны. Вирусные палочки заключены в белковые капсулы размером
207,7x393,9 ммк. Протеин капсулы и вирусной палочки растворя-
ется в щелочах почти одновременно, поэтому обработка материа-
154
ла 0,1 н. NaOH сильно повреждает вирусные палочки. Опыты с
искусственным заражением показали, что этот вирус относитель-
но мало вирулентен для плодожорки и вызывает гибель заражен-
ных в опыте особей через 5—12 дней.
Пораженные гранулезом гусеницы плодожорки имеют несколь-
ко более светлую окраску по сравнению с нормальными.
Кишечные гранулезы бабочек
Эта очень интересная болезнь впервые была обнаружена в по-
гибших насекомых, трупы которых уже были мацерированы.
В связи с этим вирус-возбудитель болезни не был выделен и бы-
ло высказано предположение о том, что это заболевание того же
типа, что и остальные гранулезы. Только позднее работы Смита,
Хьюгса, Данна и Холла [235] показали, что эта болезнь по ос-
новным признакам отличается от известных гранулезов: вирус по-
ражает клетки кишечного эпителия, в то время как жировое тело
остается нетронутым. Очень вероятно, что различие в местах ло-
кализации возбудителя влечет за собой более глубокие различия
между этими гранулезами, и желательно выделение данной бо-
лезни в самостоятельный тип. В связи с этим Бенц предложил
для возбудителя кишечного гранулеза родовое название Capsula
(Capsulavirus). Характеристика вирусов этого рода дана в опи-
сании единственного известного в настоящее время вида Capsula
brillians Krieg.
Кишечный гранулез виноградной пестрянки (Harrisina
brillians В. et McD.)
При массовом искусственном разведении пестрянки Harrisina
brillians В. et McD. с целью размножения ее паразитов постоянно
возникали серьезные трудности вследствие возникновения в вы-
кормках гусениц болезни, резко снижающей выход продукции.
Позднее болезнь была обнаружена и в природных условиях. На
молодых отродившихся гусеницах болезнь проявляется тем, что
гусеницы 1-го возраста заплетают себя под кладкой яиц в редкий
паутинный кокон и погибают в нем [235]. У выживших гусениц
трех последующих возрастов болезнь проявляется в том, что гу-
сеницы питаются необычным способом. В то время как здоровые
гусеницы, скелетируя лист виноградной лозы между жилками,
оставляют лишь прозрачную, сухую пленку, больные гусеницы вы-
грызают в листе мелкие многочисленные оконца, разбросанные
по всему листу, и последний выглядит как простреленный дро-
бью. Позднее гусеницы совсем перестают питаться, падают с
листьев на землю и здесь погибают. Такой же способ питания на-
блюдается и у гусениц старших возрастов. Больные гусеницы ста-
новятся мягкими, вялыми, укорачиваются вдвое против нормаль-
ной длины, и их первоначальная лимонно-желтая окраска перехо-
155
ДИТ в бурую до черной. Больные гусеницы беспокойно ползают,
страдают поносом, причем вместе с экскрементами часто выходит
перитрофнческая мембрана. Трупы погибших гусениц остаются
висеть вниз головой, приклеенными к листьям бурыми, липкими
экскрементами. Большинство таких гусениц вскоре падает на зем-
лю, ссыхаются, превращаясь в малозаметный, сморщенный ко-
мочек.
Гибель вредителя происходит в течение всего периода разви-
тия, включая и стадию куколки. Мертвые особи, как указано,
ссыхаются и буреют, но не растекаются. В силыюзараженной по-
пуляции образуется очень небольшое количество куколок. У ба-
бочек нет каких-либо заметных изменений.
При вскрытии больных гусениц .обнаруживается мутно-белый
кишечник, распавшийся на отдельные лоскутья. В клетках сред-
ней части кишечника содержится большое количество яйцеобраз-
ных включений, гранул, которые заполняют всю цитоплазму. Ядро
зараженных клеток дегенерирует под воздействием вируса и рас-
падается, после чего гранулы поступают в цитоплазму. При про-
смотре зараженных побуревших клеток при затенении, гранулы
светятся в поле зрения микроскопа. При искусственном разведе-
нии гусениц пестрянки их массовая гибель происходила, когда гра-
нулы накапливались в плазме клеток, причем смертность гусениц
достигала 89%. Частые контакты между гусеницами, загрязнение
корма экскрементами и повышенная температура в лабораторных
условиях стимулировали развитие болезни.
Гранулы, которые были получены после мацерирования и де-
кантирования остатков погибших гусениц, отличаются от гранул
из жирового тела других видов гусениц только резким колебани-
ем размеров: от 167 до 975 ммк в длину и от 165 до 370 ммк в
ширину. Более широкие гранулы не имели такой правильной яй-
цеобразной формы, как обычные гранулы [253]. В каждой грану-
ле содержится по одной вирусной палочке, которую можно обна-
ружить под микроскопом после обработки препарата 0,1 н. раст-
вором Na2CO3 в течение 3 минут. При обработке смесью растворов
0,5 н. Na2CO3 и 0,05 н. NaCl в течение 3 часов можно видеть сво-
бодные палочки вируса Capsula brillians Krieg. Размеры вирусных
палочек — 67 ммк ширины и 245 ммк длины. Вирус инфекционен
только для гусениц виноградной пестрянки, но не для таких вре-
дителей, обитающих в той же местности, как, например, Peridro-
та margaritosa Haw., Junonia coenia Iliib., Estigmene acrea
Drury и Pieris rapae L.
Локализация вируса в кишечнике хозяина очень напоминает
кишечный полиэдроз перепончатокрылых, в связи с чем пытались
обнаружить взаимосвязь этих болезней. Оказалось, что описыва-
емая болезнь встречается у гусениц пестрянки лишь в местностях,
где не проводят обработок инсектицидами. На виноградниках, где
для уничтожения вредителей применялся криолит и где отсут-
ствовали энтомофаги, заболеваний пестрянки кишечным грануле-
156
зом не было обнаружено. Наоборот, в запущенных виноградни-
ках, с богатой фауной насекомых-паразитов, присутствовал и ви-
рус гранулеза. Это характерно и для искусственных выкормок:
если в разводимых партиях гусениц отсутствуют паразиты, осо-
бенно в изоляторах, где нет перенаселенности, болезнь не прояв-
ляется. Наоборот, если в партии гусениц часть из них была зара-
жена паразитами, то, несмотря на выкормку небольшими груп-
пами, 20% гусениц (из числа непаразитированных) было зараже-
но гранулезом. Паразиты, связанные с пестрянкой, это Sturmia
harrisinae Coq. и Apanteles harrisinae Mues.
В некоторых погибающих гусеницах пестрянки были обнару-
жены мертвые личинки паразитов, а также инфекция гранулеза.
В то же время возбудитель гранулеза был обнаружен и в гусе-
ницах, из которых вылетели паразиты Apanteles. В опытах, где
авторы предоставили возможность этим паразитам заражать здо-
ровую популяцию гусениц пестрянки, помимо гусениц, погибших
в результате развития в них энтомофагов, от гранулеза погибло
25% гусениц из партии, где выпускали Apanteles harrisinae, и
35%' из партии, где выпускали Sturmia harrisinae, причем из гу-
сениц, погибших от гранулеза, паразиты не вылетали. Результа-
ты всех этих опытов показывают, что паразитические перепонча-
токрылые насекомые являются наиболее эффективными перенос-
чиками данного гранулеза. В связи с тем что возбудитель этой
болезни выделяется и с экскрементами больных гусениц, перо-
ральная передача инфекции также безусловно является обычной.
Опыты со стерилизацией поверхности яиц доказали возможность
передачи инфекции через яйцо.
Зараженные гусеницы 3-го возраста погибали в большинстве
через 12 дней, у гусениц 1-го возраста болезнь длилась 31 день.
Подсемейство Moratoroideae Weiser,
голые вирусы насекомых
Вирусы насекомых этого подсемейства названы голыми в том
смысле, что они не заключены в какую-либо капсулу и не распо-
ложены в полиэдрах. Вирусные палочки, не имеющие оболочек,
очень чувствительны к влиянию факторов внешней среды. Эта осо-
бенность сильно затрудняет их изучение, в связи с чем в настоя-
щее время они известны как случайные находки или же как воз-
будители болезней насекомых, искусственно разводимых в
массе.
Наибольшее внимание исследователей до сих пор уделялось
наиболее легко размножаемому иридирующему (радужному) ви-
русу долгоножки главным образом потому, что этот вирус, раз-
множаясь в теле хозяина, образует массы скоплений, видимые
простым глазом. Наряду с этим вирус гнили пчелиной детки, из-
вестный значительно дольше, в гистологическом отношении изу-
чен очень мало. Если у ранее описанных групп вирусов наличие
157
ДНК, палочковидные формы вируса и его существование в ядре
клетки всегда сопутствовали друг другу, то для вирусов данного
подсемейства нет четких доказательств, подтверждающих такое
же положение. Наоборот, радужный вирус долгоножки содержит
ДНК, но развивается в цитоплазме клеток. В связи с этим Криг
[150] предложил для него название Pseudomorator.
РОД MORATOR HOLMES,
ГОЛЫЕ ВИРУСЫ НАСЕКОМЫХ
Об общих свойствах этих вирусов известно очень мало, и ка-
кие-либо обобщения невозможны. Вирусные тельца, шарообраз-
ные или яйцевидные, были выделены и сконцентрированы из ор-
ганизма насекомых в целом, а не из каких-либо отдельных орга-
нов или тканей. Только в отношении возбудителя болезни личи-
нок хрущей известно, что вирус развивается в цитоплазме и со-
держит РНК. Об остальных видах вирусов этой группы подробных
данных не имеется.
Morator aetatulae Holmes,
вирус гнили пчелиной детки
Болезнь, вызываемая этим вирусом,— сухая гниль — известна
с середины XIX в. Она спорадически проявляется в Европе и в
Америке, и в большинстве случаев ее принимают за бактериаль-
ное заболевание, которое характеризуется подобными же призна-
ками.
Болезнь поражает только личинок и предкуколок пчел и про-
является прежде всего в появлении в ульях мертвых личинок
пчел и неправильном строении сот. Пчелиная семья ослабляется
болезнью относительно мало. Погибшие личинки лежат в незакры-
тых ячейках сот или в ячейках, крышки которых имеют неболь-
шое отверстие. Инкубационный период болезни длится 6 дней.
Болезнь проявляется непосредственно перед закрытием крышкой
ячейки с личинкой. Вирус поражает жировое тело и изменяет
ядро главным образом в клетках, разбросанных в жировом теле
и несущих фагоцитарные функции. Пораженные клетки гипертро-
фируются и образуют в тканях узелки. Под шкуркой зараженной
личинки формируется шкурка личинки следующего возраста (или
фазы), однако процесс линьки протекает ненормально, а полость
между старой и новой шкуркой заполняется постоянно образую-
щейся экзувиалыюй жидкостью. В результате этого образуется
просвечивающийся, заполненный жидкостью мешочек, в котором
плавает конец брюшка личинки, откуда и произошло английское,
название болезни sackbrood. Скопление жидкости объясняется
тем, что эпителий не резорбирует экзувиальную жидкость и не
образует хитиновую шкурку личинки следующего возраста. Из
характера развития болезни следует, что вирус нарушает нор-
158
Рис. 2. Последовательные
фазы вздутия и высыхания
личинки пчелы при пораже-
нии гнильцом.
шальным ход линьки у пчел примерно в
середине и тем препятствует образова-
нию следующей стадии развития. Хити-
назы растворяют в экзувиальной жидко-
сти части уже образовавшейся кутикулы,
в связи с чем находящиеся под ней тка-
ни брюшка распадаются и гранулируют-
ся. Одновременно в сохранившейся кути-
куле в местах, где продолжается хитиии-
зация, происходит дифференцировка
свойственных взрослой особи темных пя-
тен, часто до образования щетинок и
волосков. Такая дифференцировка проис-
ходит даже после того, как некоторые
органы уже отомрут. Как только личин-
ка погибает, изменяется и ее окраска —
она желтеет, затем буреет и чернеет, а
зернистое содержимое тела разжижает-
ся, но остается в шкурке личинки и по-
степенно высыхает. Образующиеся та-
ким образом мумии имеют форму гондо-
лы. Штейнхауз и Блок-Вассер путем вы-
щелачивания и фракционного центрифу-
гирования выделили вирус, который имел
тельца шарообразной формы, диаметром 60 ммк. Холмс предложил
для этого вируса название Morator aetatulae. Прямая зависимость
между обнаруженными тельцами и сухой гнилью пчелиной детки
путем искусственного заражения пчел не была доказана. Брчак,
Свобода и Кралик [70], изучая болезнь пчел в Чехословакии, так-
же установили наличие вирусных телец, но размером только
30 ммк.
Опыты по заражению грубыми фильтратами показали, что од-
на мертвая личинка содержит такое количество вируса, которым
можно заразить 3000 других особей [315]. Болезнь специфична
только для пчел, и ее возбудитель — вирус—малоустойчив к внеш-
ним воздействиям. В забродившей суспензии из погибших личинок
вирулентность сохраняется только 10 дней. В остатках личинок в
сотах жизнеспособность вируса сохраняется больше месяца. На-
греванием до 59° С вирус инактивируется через 10 минут. Щелочи
пригодны для уничтожения вируса, так же как и вирусов полиэд-
роза и гранулеза. Из этих свойств вируса вытекают и методы
борьбы с ним.
Бейли, Гиббс и Вудс [33] обнаружили в теле пчел в Англии
два других типа вирусов, которым они приписывают острый и хро-
нический паралич пчел.
Возбудитель острого паралича — шаровидный вирус диаметром
28 ммк, возбудитель хронического паралича — вирус с яйцеобраз-
ными тельцами размером 27x45 ммк. Авторы производили зара-
159
жение пчел обоими вирусами при даче его пчелам с кормом. Ви-
русные тельца были обнаружены также в экстрактах из пчел, не
имевших видимых признаков паралича.
Morator nudus у гусениц Cirphis unipuncta Haw.
Первым известным представителем этого рода был вирус Mo-
rator nudus Wasser, выделенный из гусениц совки Cirphis uni-
puncta Haw. Блок-Вассер в 1952 г. обнаружила этот вирус при
развитии болезни среди гусениц, разводимых в лаборатории, кото-
рая приводила к гибели гусениц без заметных внешних симпто-
мов. Фильтратом из погибших гусениц можно было заражать гу-
сениц 3-го возраста того же вида. Через несколько дней после за-
ражения гусеницы потемнели и вздулись. Кутикула больных гусе-
ниц приобрела восковой блеск, а средняя часть тела побурела.
Гусеницы перестали питаться, утратили подвижность, а их кож-
ные покровы потеряли упругость. Гибель гусениц происходила
обычно при линьке. Ткани тела погибших особей не разжижались.
Фильтрат щелочной вытяжки из мертвых гусениц (бумажный
фильтр Ватмана 2, фильтры Зейтца или Мандлера) был инфекци-
онен для гусениц, и болезнь оканчивалась их гибелью через
6—14 дней. После центрифугирования в течение часа при
10 000 об/мин Блок-Вассер получила жидкость, из которой после
повторного центрифугирования в течение часа, но при 40 000 об/мин
ей удалось получить голубоватый концентрированный осадок ви-
руса.
Вирус имеет шаровидную форму и диаметр 25 ммк. После
20 месяцев хранения материал был годен для заражения гусе-
ниц. Болезнь, очевидно, может передаваться при контактах, а
также с инфицированным кормом, поскольку при лабораторном
разведении совки в колониях гусениц наблюдалась их 90—100%-
ная смертность. О точном месте локализации возбудителя в ор-
ганизме хозяина данных не имеется.
Morator «gattina»—
болезнь тутового шелкопряда (Bombyx mori L.)
Болезнь, известная под названием «гаттина», вызывается неоп-
ределенной вирусной инфекцией. Это «клиническое» название]
употребляемое шелководами, характеризует болезнь, основные
признаки которой сводятся к тому, что больные гусеницы отры-
гивают поглощенный корм и страдают поносом. У зараженных
гусениц головной конец становится вздутым, водянисто-просвечи-
вающимся. От этого произошло также название «болезнь просве-
чивающих голов». Пейо, подробно изучавший эту болезнь, уста-
новил, что заболевание сопровождается и связано с бактериаль-
ными септицемиями, главным образом септицемией, вызываемой
Streptococcus bombycis Zopf. Этот автор заражал здоровых гусе-
160
ниц щелочной вытяжкой из мертвых гусениц, очищенной центри-
фугированием. Фильтрат после прохода через свечу Шамберлена
не был инфекционным для гусениц 3-го и более старших возра-
стов.
В последнее время Айзава и Фурута [22] описали шаровидный
вирус Morator flacheriae Paillot с тельцами диаметром 30—
40 ммк. Опыты с очищенным вирусом дали положительные ре-
зультаты. Диализ вируса не влиял на его эффективность. Нагре-
вание до 100° С инактивировало вирус через 5 минут. Пассиро-
вание через молодых гусениц шелкопряда повышало вирулент-
ность вируса в логарифмической прогрессии.
Водянка личинок майского хруща (Melolontha melolontha L.)
Хейденрейх [125], изучая болезни личинок хрущей, обнаружил
личинок этого вида с признаками заболевания водянкой. Позднее
эта болезнь была установлена и в других местах Германии, а так-
же во Франции и в Чехословакии. На полях с повышенным ув-
лажнением в окрестностях городов Малацки и Михаловца (Сло-
вакия) болезнь проявлялась в том, что зараженные личинки как
бы разбухают, у них образуются прозрачные водяночные взду-
тия, которые затем лопаются, и их содержимое заполняет
вспухший конец брюшка личинки. Одновременно жировое тело
растворяется и исчезает, после чего личинка погибает. В процес-
се развития болезни постепенно снижается количество плазмоци-
тов, в то же время остальные лимфоциты остаются в нормаль-
ном количестве. Криг и Хугер [151, 152] заражали интрацеломар-
но здоровых личинок профильтрованной жидкостью из больных
личинок и добивались заражения от 23 до 98%' особей водяноч-
ными вздутиями, тогда как контрольные личинки, получавшие
инактивированную (при 80° С) гемолимфу, оставались здоровыми.
Электронно-микроскопическое изучение водяночных вздутий у ли-
чинок позволило обнаружить шарообразные тельца диаметром
60—75 мм, для которых авторы предложили название Morator
lamellicorniarum Krieg et Huger [151]. Этот вирус развивается в
цитоплазме клеток жирового тела, вызывая вначале рассасыва-
ние альбуминовых кристаллов в жировом теле, а позднее распад
цитоплазмы и всей клетки. В цитоплазме пораженных клеток об-
разуется фельген-негативная строма, а сам вирус содержит
РНК. В процессе развития болезни цитоплазма заполняется мас-
сой шарообразных частиц вируса.
РОД PSEUDOMORATOR KRIEG,
ИРИДИРУЮЩИЙ (РАДУЖНЫЙ) ВИРУС
Представители этой группы вирусов были открыты лишь в по-
следний период времени, так как болезни сопутствуют только сла-
бовыраженные и малозаметные симптомы. Лучше всего известен
И Я. Вейзер
161
вид, выделенный и описанный на больных личинках долгоножек.
Вирус развивается в цитоплазме клеток жирового тела, гиподер-
мы и трахейных матриц, а позднее и в других органах хозяина.
Вирусные тельца шарообразные и относительно крупные, более
120 ммк в диаметре. В их внешней оболочке находится масса ви-
русного белка, окруженная ДНК. Вирусные тельца возникают в
пленках, которые морфологически очень сходны с эндоплазмати-
ческим ретикулумом; в них тоже постепенно концентрируется бо-
лее плотный материал. В цитоплазме пораженных клеток появля-
ется бесформенная сетчатая строма, которая после гидролиза дает
положительную реакцию Фельгена. ДНК была обнаружена То-
масом также в вирусных тельцах. Относительно крупные вирус-
ные частицы дают эффект Тиндаля в жидкости и придают ра-
дужную окраску зараженным личинкам долгоножки. Вирус дол-
гоножки передается жукам и бабочкам.
Радужный вирус долгоножки вредной (Tipula
paludosa Meig.)
Ксерос [320] описал вирус, выделенный из личинок долгонож-
ки Tipula paludosa Meig., собранных в Англии, который поража-
ет жировое тело личинок. При этой болезни в органах хозяина не
образуются какие-либо включения, полиэдры или гранулы. Оло-
вянно-серый цвет тела личинок при заболевании изменяется на
розоватый от розовой массы вируса паразита в гемолимфе и в
органах личинки. Жировое тело сильно гипертрофируется, а в
тканях образуется много узелков, которые у вскрытой личинки
имеют розовый цвет, а в отраженном свете выглядят синеватыми,
зелеными или пурпурными. К концу развития болезни стенки кле-
ток жирового тела разрываются, и из них в гемолимфу переходит
огромное количество гранул вируса. Более 15% всей массы тела
личинки приходится на вирус. В пораженных клетках можно об-
наружить сильносветопреломляющую сетку, которая обволакива-
ет неизменившееся ядро клетки. В ячейках этой сетки появляются
первые радужные скопления вируса, которые постепенно запол-
няют непрерывно увеличивающуюся клетку. Сетчатая структура
в плазме клетки постепенно утрачивает способность воспринимать
красители. Как установили Смит [217, 218] и Берд [60], а затем
и Ксерос [320], в цитоплазме пораженных клеток содержится боль-
шое количество округлых пустых оболочек размером 120—
150 ммк. На первой фазе развития вируса внутри некоторых обо-
лочек появляется в центре незначительная по размеру потемнев-
шая масса, у других эта масса больше, а у третьих она заполняет
всю оболочку. С развитием болезни количество пустых мембран
уменьшается и на срезах можно обнаружить полностью сформи-
ровавшиеся вирусы, внутренняя часть которых целиком заполне-
на ДНК. Смит и Хиллс [224], анализируя форму вирусных телец,
установили, что это икосаэдр размером 120—130 ммк с молеку-
162
лярным весом 100Х106. Вирусные кристаллы образованы 42 круп-
ными сгустками, находящимися внутри кристалла и 812 шаровид-
ными частицами на поверхности. Фенолом можно выщелочить
внутренние сгустки вируса, тогда оболочка остается пустой. ДНК
находится внутри вирусного тельца. Томас и Уильямс, воздейст-
вуя на вирусы тельца ферментами, установили, что масса их яд-
ра содержит 30%' ДНК и 60—65% протеина, а оболочка состоит
только из протеина. Томас определил, что в вирусном тельце со-
держится 12,4% ДНК и 9,2%' липидов, главным образом фосфо-
липидов. Вирус не содержит даже следов РНК или полисахари-
дов. 82,4%’ всей массы вируса составляет белок. ДНК вируса со-
держит главным образом аденин, гуанин, тимин и цитозин. Ме-
тилцитозин и 5-оксиметилцитозин отсутствуют.
Болезнь личинки долгоножки оканчивается ее гибелью через
2—4 недели. У изученной природной популяции степень пораже-
ния составляла 15%'. Опыты с искусственным заражением других
видов насекомых перорально или путем инъекций показали ин-
фекционность вируса для многих видов. Однако на других видах
насекомых в природных условиях этот вирус не был обнаружен.
Смит, Хиллс и Риверс [225] заражали разные виды насекомых
путем инъекций и перорально каплей вирусного инокулята, содер-
жавшего в 1 мл 8Х106 телец. Помимо Tipula paludosa, заража-
лись также Т. oleracea L., Т. livida V. deWnlp и другие виды
долгоножек, а также личинки Bibio tnarci L., Calliphora vomito-
ria L. и Mycetophila sp. Были заражены также гусеницы непарно-
го и тутового шелкопрядов, капустной, репной и брюквенной бе-
лянок, Sphinx ligustri L., Gonopteryx rhamni L., Vanessa io L. и
Vanessa atalanta L. Из жуков заражались Tenebrio niolitor L.,
Agriotes obscuras L. и Melolontha sp. Берд [60] с успехом зара-
жал этим возбудителем гусениц большой вощинной моли (Galle-
ria mellonella L.), которая наиболее удобна для размножения
этого вируса. Такие виды насекомых, как Philosamia ricini Во-
isd., Antherea. pernyi Guer., Panaxia dominula L., Laothoe populi L.
и Mimias tiliae L., оказались невосприимчивыми к заражению, хо-
тя их заражали теми же самыми стандартными методами, кото-
рые у других видов вызывали заболевание. Для успешного зара-
жения некоторых видов насекомых необходимы более высокие до-
зы инфекции. Так, например, гусеницы тутового шелкопряда и
Sphinx ligustri заражилсь лишь при дозе вируса 8Х Ю9. Зара-
женные гусеницы были намного короче нормальных и имели мно-
гочисленные пятнышки на спинке, вызванные скоплениями виру-
сов в местах его размножения. У зараженных гусениц тутового
шелкопряда под паутинкой появлялся заметный мраморный рису-
нок, который постепенно приобретал оранжевую окраску от масс
вирусных частиц. Период от заражения до гибели организма для
разных видов был неодинаковым. Для гусениц капустной белян-
ки он длился 10 дней, а для личинок мучного хрущака (Tenebrio
molitor L.) — от 17 до 54 дней.
II* 163
Помимо жирового тела, где находятся основные очаги инфек-
ции, вирус проникает в гиподермис, в мышечные ткани (у непар-
ного шелкопряда), в основания крыльев. У куколок белянки ви-
рус проникал также в шелкоотделительные железы и в трахей-
ные матрицы. Вирусные тельца, развивающиеся во всех назван-
ных выше хозяевах, морфологически одинаковы и дают также
идентичные или очень сходные иммунные реакции связывания
комплемента и агаровой диффузии. Инъекция очищенного виру-
са кроликам вызывает образование антисыворотки с идентичны-
ми свойствами независимо от происхождения вируса. Электронно-
микроскопические исследования выявили определенные различия
в структуре вирусных телец и в их окрашивании фосфомолибде-
новой кислотой.
Радужный вирус жука Sericesthis pruinosa Dalman
Этот радужный вирус по своей форме и характеру вызывае-
мой болезни очень близок к предыдущему. Вирус вызывает забо-
левание личинок жука Sericesthis pruinosa и размножается в
клетках жирового тела, где в больших количествах накапливает-
ся в цитоплазме. Форма телец икосогексаэдрическая, размер
130 ммк.
Штейнхауз [243], описавший этот вирус, доказал также, что
инъекцией можно заражать гусениц большой вощинной моли, в
которых вирус успешно развивается и размножается.
Радужный вирус комара Aedes cantans Meig.
Келлен [141] обнаружил в личинках комара Aedes taeniorrhyn-
chus Wiedemann икосогексаэдрический вирус, который вызывал
зеленую радужность зараженных особей. В Чехословакии этот
вирус развивается в личинках комара Aedes cantans Meig. Вирус
относится к роду Pseudomordtor, имеет тельца размером 170—
185 ммк, т. е. крупнее, чем у вируса долгоножки. Зараженные
особи имеют перламутровую переливчатую окраску и хорошо за-
метны на темном фоне дна водоема. Изменение окраски происхо-
дит в 3-м возрасте личинок, а перед окукливанием они погибают.
Больные личинки передвигаются с трудом, перед гибелью пора-
жаются общим параличом и уже не реагируют на прикосновения
и двигают лишь ротовым устройством. В теле личинок инфекция
распространена по всем сегментам в гиподерме, в жировом теле,
а также в клетках мышечных тканей. В цитоплазме клеток обра-
зуются шаровидные сгустки — скопления, окрашивающиеся гема-
токсиленом по Гейденгейну в темный цвет подобно ядрам. В этих
сгустках, в строме сконцентрирован вирус. По мере нарастания
стромы стенки клеток разрываются и вирус переходит в гемо-
лимфу.
164
Болезнь проявляется лишь с середины апреля до середины
мая. Обычно бывает заражено 0,5—1% личинок, в связи с чем
серьезного влияния на численность популяции эта болезнь не ока-
зывает.
Радужный вирус толстоножки Simulium ornatum Meig
На личинках Simulium ornatum Meig. в Чехословакии в апре-
ле в отдельных случаях проявляется болезнь, вызываемая радуж-
ным вирусом, который придает больным личинкам сине-фиолето-
вую окраску и вызывает в тканях тела насекомого такие же пато-
логические изменения, как и вышеописанные заболевания. Вирус-
ные тельца по форме и размерам одинаковы с описанными выше
и также образуют в жировом теле, гиподерме и мышечных тка-
нях аналогичные темные стромы.
Указатель литературы
1. Abul- Na sr S., Bull. Soc. Fouad Entom., 38. 383—395, 1954.
2. Abul-Na sr S., Bull. Soc. Entomol. Egypte, 40, 331—332, 1956.
3. Abul-Na sr S., Bull. Soc. Entomol. Egypte, 43, 231—243, 1959.
4. Abul-Nasr S., J. Insect Pathol., 1, 112—120, 1959.
5. Acqua C., La Poliedra о giallume. Il bombice del gelso, Ascoli Piceno, 1930.
6. Acqua C., Contribute alia conoscenza della natura degli ultra-virus. Boll.
R. Staz. di Gelsic. e Bachic. di Ascoli Piceno, 10, 45 pp., 1931.
7. Aizawa K-, Bull. Serie. Exp. Stat., 14, 201—228, 1953.
8. Aizawa K-, Jap. J. Appl. Zool., 17, 181 -190, 1953.
9. Aizawa K., Jap. J. Appl. Zool., 18, 143—144, 1953.
10. Aizawa K., J- of Virology, 4, 238—240, 1954.
11. Aizawa K., J. of Virology, 4, 241—244, 1954.
12. Aizawa K., J., of Virology, 4, 245—248, 1954.
13. Aizawa K-, Sanshi Kenkyu, 14, И—13, 1955.
14. Aizawa К., J- Sericult. Sci. Japan, 24, 398—399, 1955.
15. Aizawa K., Multiplication mode of the silkworm jaundice virus. Symp.
Kanto Branch, Sericult. Soc., Japan, 1956.
16. Aizawa K-, J- Insect Pathol., 1, 67—74, 1959.
17. Aizawa K., Entomophaga, 6, 197—201, 1961.
18. Aizawa K., J. Insect Pathol., 4, 122—127, 1962.
19. Aizawa K-, The nature of infections caused by nuclear polyhedrosis vi-
ruses. Insect Pathology, 1, 382—412, Academic Press, New York, 1963.
20. A i z a w a K., A s a h i n a S., F u k u ni i II., Jap. J. Med. Sci. et Biol., 10,
61—64, 1957.
21. Aizawa K-, Choraku I., J. Sericult. Sci. Japan, 29, 363—368, 1960.
22. A i z a w a K., F u r u t a Y., Int. Coll, de pathol. d'insectes, Paris. 373—376,
1962.
23. A i z a w a K., F u r u t a Y„ Nakamura K-, J. Sericult. Sci. Japan, 30,
405—412, 1961.
24. Aizawa K-, Vago C., Ann. Inst. Pasteur, 96, 455—460, 1959.
25. A n d r e w e s С. H., S n e a t h P. H. A., The species concept amongst viruses.
Mim., 6 pp., Comm. Virus Tax., Int. Congr. Microbiology, Stockholm, 1958.
26. Aruga H., Hukuhara T., J. Sericult. Sci. Japan, 29, 44—49, 1960.
27. Aruga H., Hukuhara T., J. Sericult. Sci. Japan, 30, 334—338, 1961.
28. Aruga H., Hukuhara T., Yoshitake N., Israngkul A., Ayu-
daya, J. Insect Pathol., 3, 81—92, 1961.
29. Aruga H., Yoshitake N., Watanabe H., Hukuhara T., Naga-
shima E., Kawai T., Jap. J. Appl. Ent. Zool, 5, 141—144, 1961.
165
30. A r u g a H., Induction of virus infections. Insect Pathology, I, 499—530, Aca-
demic Press, New York, 1963.
31. Arvy L., Rivue d'H^matologie, 8, 204—212, 1953.
32. A t g e r P., Chastang S., Phytiatrie-Phytopharmacie, 10, 201—203, 1961.
33. Bailey L., Gibbs A. J., Woods R. D., Virology, 21, 390—395, 1963.
34. Balch R. E„ Bird F. T., Sci. Agric., 25, 65—80, 1944.
35. Benz G., Agronomski glasnik, 566—574, 1962.
36. Benz G., Vierteljahrschr. d. Naturf. Ges. Zurich, 108, 1—35, 1963.
37. Bergold G., Naturwissenschaften, 30. 422—423, 1942
38. Bergold G., Biol. Zentrbl., 63, 1—55, 1943.
39. Bergold G., Z. Naturforsch., 2b, 122—143, 1947.
40. Bergold C., Z. Naturforsch., 3b, 25—26, 1948.
41. Bergold G., Z. Naturforsch., 3b, 338—342, 1948.
42. Bergold G., Can. J. Zool., 29, 17—23, 1951.
43. Bergold G., Can. Dep. Agr. Bi-monthly Progr. Rep., 7, 1--2. 1951.
44. Bergold G., Viruses of insects. Handbuch der Virusforschung, IV, Sprin-
ger, Wien, 1958.
45. Bergold G. H., The nature of nuclear-polyhedrosis virus. Insect Pathology
I, 413—456, Academic Press, New York, 1963.
46. Bergold G. H., Pi st er L., Z. Naturforsch., 3b, 406—410, 1948.
47. Bergold G., Wellington E., Л Bacteriolog., 67, 210—216, 1954.
48. Biliotti E., Rev. Path. veg. et ant. agric de France, 38, 149—155, 1959.
49. Biliotti E., Grison P., Martouret D., Entomophaga, 1, 35—44, 1956.
50. В i 1 i о 11 i E., G r i s о n P., V a g о C , C. R. Acad. Sci., 243, 206—208, 1956.
51. Bird F. T., Nature, 163, 777, 1949.
52. Bird F. T., Biochem. Biophys. Acta, 8. 360—368. 1952.
53. Bird F. T., Can. J. Zool., 31, 300—303, 1953.
54. Bird F. T„ Can. Entomol., 85, 437—446, 1953.
55. В i r d F. T., Can. Entomol., 87, 124—127, 1955.
56. Bird F. T„ Virology, 3, 237—242, 1957.
57. Bird F. T., Can. J. Microbiol., 4, 267—272, 1958.
58. Bird E. T., J. Insect Pathol., 1, 406—430, 1959.
59. Bird F. T.,7. Insect Pathol., 3, 352—380, 1961.
60. Bird F. T„ Can. I. Microbiol., 7, 827—830, 1961.
61. Bird F. T., Can. J. Microbiol., 8, 533—534. 1962.
62. Bird F. T„ Int. Coll, de pathologic d’insectes, Paris, 465—473, 1962.
63. Bird F. T., Can. J. Microbiol., 10, 49—52, 1964.
64. Bird F. T., Burk J. M., Can. Entomol., 93, 228—238, 1961.
65. Bird F. T., El gee D. E., Can. Entomol., 89, 371—378, 1957.
66. Bird F. T., Whalen M. M., Can. Entomol., 85, 433—437, 1953.
67. Bird F. T., Whalen M. M., Can. I. Zool., 32, 82—86, 1954.
68. Bolle J., Zschr. f. d. landw. Versuchswesen, 10, 233, 1907.
69. Brakke M. K., Black L. M„ Wyckoff W. G.. Amer. J. Bot., 38. 332—
342, 1951.
70. Вгсйк J., Svoboda J., Krdlik О., I. Insect Pathol., 5. 385—386, 1963.
71. Br e i n d 1 V., Vest. Cs. spot, zool., 5, 94—115, 1938.
72. Breindl V., Jirovec O., Vest. Cs. spol. zool.. 3, 9—11, 1935.
73. Breindl V., Котйгек J., Sitzber. d. k. bohm. Ges. d. Wissenschaften,
Cl. II, pp. 1—20, 1923.
74. Breindl V., Котйгек J., Zschr. f. angew. Entomol., 10, 512—513, 1924.
75. Bucher G., Can. J. Agr. Sci., 33, 448—469, 1953.
76. Clark E. C„ Ecology, 36 . 373—376, 1955.
77. Clark E. C„ Ecology, 37, 728—732, 1956.
78. Clark E. C., Ecology, 39, 132—139, 1958.
79. Clark E. C., Reiner С. B., J. Econ. Entom., 49, 633—659, 1956.
80. Clark E. C., Reiner С. В., I. Econ. Entom., 49, 703—704, 1956.
81. Cornalia E., Mem. R. Inst. Lombardo Sci. Lett. Arte, 6, 3, 1856.
82. Crick F. H. C., Watson J. D., Nature, 177, 473—474, 1956.
83. Capek M., Obrtel R., Weiser J., Lesnickg 'casopis, 4, 46—70, 1958.
166
84. Чугунин Ю. В. Trans. 1st hit. Conf. Insect Pathology and Biol. Control,
Praha, 81—94, 1958.
85. Day M. F., Common F. I. B., F a r r a n t J. L., Potter C., Austral. J.
Biol. Sci., 6, 574—579, 1953.
86. Day M. F., Farrant J. L., Potter С., J. Appl. Phys., 26, 1396, 1956.
87. D а у M. F., Farrant J. L., Potter C., J. Ultrastructure Res., 2, 227—
238, 1958.
88. D а у M. F., Grace T. D. C., hit. Coll, de pathologie d'insectes, Paris, 449—
451, 1962.
89. D e s n u e 11 e P., Chang С. T., Ann. Inst. Pasteur, 69, 248—250, 1943.
90. Desnuelle P., Chang С. T., Ann. Inst. Pasteur, 71, 264—272, 1945.
91. Дик a co в a E. T., Trans. 1st hit. Conf. Insect Pathology and Biol. Cont-
rol, Praha, 231—246, 1958.
92. Drake E. L., McEwen F. L., J. Insect Pathology, 1, 281—293, 1959.
93. E scher ich K., Naturw. Z. Land-и. Forstwirtsch., 11, 86—97, 1913.
94. E s c h e r i c h К., M i у a j i m a M., Naturw. Z. Land-и. Forstwirtsch., 9, 381—
402, 1913.
95. Faulkner P., Virology, 16, 479—484, 1962.
96. Franz J., Gesunde Pflanze, 6, 173—175, 1954.
97. Franz J., Verh. Dtsch. Zool. Ges., Erlangen, 407—412, 1955.
98. Franz J., Krieg A., Zschr. f. PflKrankheiten u. Pflschutz, 64, 1—9,
1957.
99. Franz J.,Krieg A., Lange nbuch R., Zschr. f. Pflkrankh. u. Pflschutz,
62, 721—726, 1955.
100. Franz J., Niklas O. F. Nachrichtbl. d. dtsch. Pflschutzd., 6, 131—134,
1954.
101. Fyg \V., Z. f. Bienenforsch., 6, 93—103, 1962.
102. Гершензон С. M., Микробиология, 24, 90—98, 1955.
103. Гершензон С. M., ДЛИ СССР, 104, 925—928, 1955.
104. Гершензон С. М„ ДАН УССР, 5, 492—493, 1956.
105. Гершензон С. М„ ДАН УССР, 6, 608—610, 1956.
106. Гершензон С. М„ ДАН СССР, 109, 1199—1201, 1956.
107. Гершензон С. М., Журнал общей биологии АН СССР, 453—458, 1956.
108. Гершензон С. М„ ДАН СССР, 113, 1161—1162, 1957.
109. Гершензон С. М., Trans. 1st Int. Conf. Insect Pathology and Biol. Cont-
rol, Praha, 197—200, 1958.
НО. Гершензон С. M„ Trans. 1st Int. Conf. Insect Pathology and Biol. Cont-
rol, Praha, 211—214, 1958.
111. Гершензон С. M., Cs. parasitologie, V, 105—112, NCSAV, Praha, 1958.
112. Гершензон С. M„ Вопросы вирусологии, 97—100, 1958.
113. Гершензон С. М., ДАН СССР, 128, 622—626, 1959.
114. Гершензон С. М„ ДАН УССР, 439—441, 1959.
115. Гершензон С. М., Вопросы вирусологии, 101—104, 1960.
II6. Гершензон С. М., Вопросы вирусологии, 720—725, 1960.
117. Гершензон С. М., Журнал общей биологии, 22, 32—41, 1960.
118. Гершензон С. М., Брезгунова Т. Г., Чернецкий В. П„
ДАН СССР, 131, 442—444, 1960.
119. Ге р ш е н з о н С. М., К о к И. П., Витас К. И., Доброволь-
ская Г. Н., С кур а то века я И. Н., ДАН УССР, 1638—1641, 1960.
120. Glaser R. W., Л Agric. Res., 4, 101—128, 1915.
121. Gregoire Ch., J. Gen. Microb., 5, 121—123, 1951.
122. Grison P., Z. angew. Ent., 47, 24—31, 1960.
123. Grison P., Vago C., Maury R., Revue forest. Franc., 353—370, 1959.
124. Hall I., J. Econ. Entorn., 50, 551—553. 1957.
125. Heidenreich E., Arch. Ges. Virusf., 1, 582—644, 1940.
126. Hills J. G., Smith К- M., J. Insect. Pathol., 1, 121—128, 1959.
127. 1’Heritier P„ Tessier G„ C. R. Acad. Sci., 205, 1099—1101, 1937.
128. Holmes F. O., In: Bergey, Manual of determinative bacteriology, 6th ed.,
1225______1228 1948
129. Hosaka Y., Aizawa.K-, J- Insect Pathol., 6, 53—77, 1964.
167
130. Huger A., Naturwiss., 47, 358—359, 1960.
131. Huger A., Granuloses of insects. Insect Pathology, I, 531—576, Academic
Press, New York, 1963.
132. Huger A., Krieg A., Naturwiss., 45, 170—171, 1958.
133. Huger A., Krieg A., J. Insect Pathol., 3, 183—196, 1961.
134. Hughes К- M., J. Bacterial., 64, 375—380, 1952.
135. Hughes К. M„ Hilgardia, 22, 391—406, 1953.
136. Hughes К. M., Hilgardia, 26, 597—629, 1957.
137. Hughes К. M., Thompson C. G., J. Inf. Diseaces, 89, 173—179, 1951.
138. Hur pin B., Vago C., Rev. pathol. veg. et ent. agric. France, 42, 115—
117, 1963.
139. Jacques R. P., I. Insect Pathol., 4, 1—22, 1962.
140. J a sic J., Veber J., Int. Coll, de pathol. d'insectes, Paris, 453—454, 1962.
141. Kellen R., Priv. commun., 1964.
142. Ko mare к J., Sbornik vyzkum. ustavu zemedel., 78, 256’pp., 1931.
143. Korn arek J., Breindl V., Lesnickd ргйсе, 2, 1923.
144. Korn ar ek J., Breindl V., Z. angew. Entomol., 10, 99—162, 1924.
145. Kovacevic Z., Zastita bilja, 3—20, 1954.
146' . Krieg A., Mitt. Biol. Bundesanst., Berlin-Dahlem, 92—95, 1954.
147. Krieg A., Arch. f. d. ges. Virusforsch., 6, 163—174, 1955.
148. Krieg A., Naturwiss., 42, 589—590, 1955.
149. Krieg A., Naturwiss., 43, 260—261, 1956.
150. Krieg A., Zschr. f. Naturforsch., 13, 27—29, 1958.
151. Krieg A., Huger A., Naturwiss., 47, 403—404, 1960.
152. Krieg A., Huger A., I. Insect Pathol., 2, 274—288, 1960.
153. Krywienczyk J., I. Insect Pathol., 4, 185—191, 1962.
154. Krywienczyk J., Bergold G. H., Virology, 10, 549—550, 1960.
155. Krywienczyk J., Bergold G. H., J. Insect Pathol., 2, 118—123, 1960.
156. Krywienczyk J., Bergold G. H., I. Immuii., 84, 404—408, 1960.
157. Krywienczyk J., Bergold G. H„ I. Insect Pathol., 3, 15—28, 1961.
158. Krywienczyk J., MacGregor D. R., Bergold G. H., Virology, 5,
476—480, 1958.
159. Laudeho Y., Amargier A., Rev. path. veg. et ent. agric. France, 42,
207—210, 1963.
160. Lepine P., Vago C., Croissant O., Ann. Inst. Pasteur, 85, 170—173,
1953.
161. Letje W„ Seidenbauforschung, 1, 1—68, Kernen, Stuttgart, 1939.
162. Lotmar R., Mitt. Schweiz. Ent. Ges., 18, 372—373, 1941.
163. Lower H. F., Austral. J. Biol. Sci., 7, 161—167, 1954.
164. L w о f f A., Horne R. W., Tournier P., C. R. Acad. Sci., 254, 4225—
4227, 1962.
165. McEwen F. L., Hervey С. Й. R., J. Econ. Entom., 51, 626—631, 1958.
166. M a c h a у L., Agrdrtudomdny, 349—350, 1956.
167. M a c h a у L. M., L о v a s B., Acta vet. Hung., 4, 253—258, 1954.
168. Mach ay L. M., Lovas B., Acta microbiol. Hung., 3. 117—124, 1955.
169. Mac hay L. M., Lovas B., Biologiai kozlemenyek, 5, 7—18, 1957.
170. Martignoni M, Mitt. Schweiz. Ent. Ges., 27, 147—152, 1954.
171. Martignoni M., Science, 122, 764, 1955.
172. Martignoni M., Mim. Series, Dept. Insect Path. Berkeley, 5, 1962.
173. Martignoni IL, Auer C., Mitt. Schweiz. Anst. Forst. Versuchswesen, 33,
73—93, 1957.
174. Martignoni M., Langston R. L., Hilgardia, 30, 1—40, 1960.
175. Martignoni M., Milstead J. E., I. Insect Pathol., 4, 113—121, 1962.
176. Martignoni M., Scallion R. J., Nature, 190, 1133—1134, 1961.
177. Martignoni M., Schmied P., I. Insect Pathol., 3, 62—74, 1961.
178. M a r t о u r e t D., Dusaussoy G., Entomophaga, 4, 253—259, 1959.
179. Morgan C., Bergold G. H., Rose H. M., J. Biochem. Biophys. Cylol.,
2, 23—28, 1956.
180. Neilson M. M. J. Insect Pathol., 6, 41—52, 1964.
168
181, Nelson M. M., El gee D. E., J. Insect Pathol., 2, 165—171, 1960.
182. Niklas O. F., Z. angew. Zool. 49, 111—122, 1962.
183. Niklas O. F, Franz J., Mitt. Biol. Bundesanst. Berlin—Dahlem, 89,
39 pp., 1957.
184. Os sow ski L. J., Trans. 1st Int. Conf. Insect Pathology and Biol. Control,
Praha, 247—253, 1958.
185. Os sow ski L. J., J. Insect Pathol., 2, 35—43, 1960.
186. Os sow ski L. J., Ann. appl. Biol., 48, 299—313, 1960.
187. Pai Hot A., C. R. Acad. Sci., 179, 229—231, 1924.
188. Paillot A., C. R. Acad. Sci., 182, 180—182, 1926.
189. Paillot A., Les maladies du ver’a sois, 328 pp., Serv. phot., Univ. Lyon,
1928.
190. Pai Hot A., C. R. Acad. Sci.. 189, 308—310, 1929.
191. Pai Hot A., L’infection chez les insectes, 535 pp., Patissier, Trevoux, 1933.
192. P a i 11 о t A., C. R. Acad. Sci., 202, 254—256, 1936.
193. Paillot A., Arch. ges. Virusforsch., 1, 120—129, 1939.
194. Pi mental D., Shapiro M., J. Insect Pathol., 4, 77—87, 1962.
195. v. Prowazek S., Arch. Protistenk., 10, 358—364, 1907.
196. v. Prowazek S., Zbl. Bakt., 67, 268—284, 1913.
197. Rennie J., Proc. R. Soc. Edinburgh, A 20, 265—267, 1923.
198. Rivers C. F., Trans. 1st Int. Conf. Insect Pathol. Biol. Control, Praha,
205—210, 1958.
199. Bazicka J., Centrbl. Ges., Forstw., 50, 33—68, 1924.,
200. R й z i c~k a J., Lesnicke prd.ce, 8, 312, 1929.
201. Rdzicka J., Anger, 1-er Congres int. de Silviculture, Roma, 1926.
202. Schmidt L., Trans. 1st Int. Conf. Insect Pathol. Biol. Control, Praha, 227—
230, 1958.
203. Schmidt L., Philips G., Publ. Ent. Inst. Poljopriv. fak., Zagreb, 1958.
204. Si bo Id N. V., Virginia J. of Science, 1, 226, 1950.
205. Smirnoff W. A., Can. Entomol., 92. 957—958, 1960.
206. Smirnoff W. A., J. Insect Pathol., 3, 29—46, 1961.
207. Smirnoff W. A., J. Insect Pathol., 4, 192—200, 1962.
208. Smirnoff W. A., Beique R., Can. Entomol., 91, 379—381, 1959.
209. Smirnoff W. A., Fettes J. J., Haliburton W., Can. Entomol., 94,
477—486, 1962.
210. Smith К- M., Endeavour, 10, 40, 1951.
211. Smith К. M., Biol. Reviews, 27, 347—357, 1952.
212. Smith К. M., Proc. R. Soc., В 142, 196—207, 1954.
213. Smith К- M., Parasitology, 45, 482—487, 1955.
214. Smith К. M., Nature, 176, 225, 1955.
215. Smith К. M., J. Phys. Bioch. Cytol', 2, 301—306, 1956.
216. Smith К. M„ Virology, 5, 168—176, 1958.
217. Smith К- M., Nature, 181, 996—997, 1958.
218. Smith К- M., Parasitology, 48, 459—462, 1958.
219. Smith К- M., Virology, 9, 140—141, 1959.
220. Smith К- M., Af. et. В.-Laboratory Bull.. 4, 50—54, 1961.
221. Smith К- M., The cytoplasmic virus diseases. Insect Pathology. I, 457—498,
Academic Press, New York, 1963.
222. Smith К. M„ Hills G. J., J. Mol. Biol., 1, 277—280, 1959.
223. Smith К- M., Hills G. J., XI. Int. Congr. Entomol., Vienna, 823—827,
1960.
224. Smith К. M., H i 1 Is G. J., 5th Int. Congr. Electron microscopy, 1962.
225. Smith К. M., Hills G. J., Rivers C. F., Virology, 13, 233—241, 1961.
226. Smith К. M., Rivers C. F., Parasitology, 46, 235—242, 1956.
227. Smith К. M., Xeros N„ Nature, 170, 492, 1952.
228. Smith К- M., Xeros N., Sympos. Interaction of virus and cells, Roma,
81—96, 1953.
229. Smith К. M., Xeros N„ Nature, 172, 670, 1953.
230. Smith К. M., Xeros N., Nature, 173, 866, 1954.
169
231. Smith К. M., Xeros N., Parasitology, 44, 71—80, 1954.
232. Smith К. M., Xeros N., Parasitology, 44, 400—406, 1954.
233. Smith К- M., Wyckoff R. W., Nature, 166, 861, 1950.
234. Smith К. M., Williams R. C., Endeavour, 17, 12—22, 1958.
235. Smith O. J., Hughes К- M., Dunn P. II., Hall M. J., Can. Entomol.,
88, 507—515, 1956.
236. Smith К- M., Wyckoff R. W., Research, 4, 148—155, 1951.
237. Stairs G. R., Can. Entomol., 92, 906—907, 1960.
238. Stairs G. R., Bird T. F., Can. Entomol., 94, 966—969, 1962.
239. Steinhaus E. A., Science, 106, 323, 1947.
240. Steinhaus E. A., J. Econ. Entom., 41, 859—865, 1948.
241. Steinhaus E. A., J. Econ. Entom., 45, 897—898, 1952.
242. Steinhaus E. A., Bacteriological Reviews, 13, 203—223, 1949.
243. Steinhaus E. A., Ann. N. Y. Acad. Sci., 56, 517—537, 1953.
244. Steinhaus E. A., Science, 120, 186—187, 1954.
245. Steinhaus E. A., Hilgardia, 26, 107—160, 1956.
246. Steinhaus E. A., Hilgardia, 26, 417—430, 1957.
247. Steinhaus E. A., J. Econ. Entom., 52, 350—352, 1958.
248. Steinhaus E. A., Ecology, 39, 503—514, 1958.
249. Steinhaus E. A., J. Insect Pathol., 1, 435—436, 1959.
250. Steinhaus E. A., J. Insect Pathol., 2, 327—333, 1960.
251. Steinhaus E. A., Dineen J. P., J. Insect Pathol., 1, 171—183, 1959.
252. Steinhaus E. A., Dineen J. P., J. Insect Pathol., 2, 55—65, 1960.
253. Steinhaus E. A., Hughes К. M., J. Econ. Entom., 45, 744—745, 1952.
254. Steinhaus E. A., Hughes К. M., В 1 о с к - W a s s e г H., J. Bad., 57,
219_____224 1949.
255. Steinhaus E. A., Thompson C. G., Science, 110, 276—278. 1949.
256. S te i n h a u s E. A., Thompson C. G., I. Econ. Entom., 42, 301—305
1949.
257. Steinhaus E. A., Thompson C. G., Calif. Agricult., 3, 5—6, 1949.
258. - Швецова О. И., Микробиология, 19, 532—542, 1950.
259. Швецова О. И., Микробиология, 23, 479—484, 1954.
260. S z i г m a i J., Acta microbial. Hung., 4, 31—42, 1957.
261. Tan ad a Y., Proc. Hawaian Ent. Soc., XV, 235—260, 1953.
262. T a n a d a Y„ Ann. Ent. Soc. Amer., 47, 553—574, 1954.
263. Tan ad a Y., J. Econ. Entom., 49, 52—57, 1956.
264. Tana da Y., J. Insect Pathol., 1, 197—214, 1959.
265. Tanada Y., J. Insect Pathol., 1, 215—231, 1959.
266. Tanada Y., J. Insect Pathol., 3, 310—323, 1961.
267. Tanada Y„ J. Insect Pathol., 6, 378—380, 1964.
268. Tanada Y., Chang G. Y., I. Insect Pathol., 2, 201—208, 1960.
269. Тарасевич Л. M., Микробиология, 22, 311—315, 1953.
270. Тарасевич Л. M., Trans. 1st Int. Conf. Insect Pathol. Biol. Control.
Praha, 255—263, 1958.
271. Тарасевич Л. M., Cas. Cs. spot, entomol.. 57, 213—218, 1960.
272. T a p а с e в и ч Л. M., Уланова Е. Ф., Вест, сельхоз. науки, 129—132,
1957.
273. Тарасевич Л. М., Уланова Е. Ф., Изв. АН СССР, Бнол. сер., 352—
360, 1958.
274. Тарасевич Л. М., Уланова Е. Ф., Цитология, 3, 334—340, 1961.
275. Thompson С. G., J. Econ. Entom., 44, 255—256, 1951.
276. Thompson С. G., J. Econ. Entom., 44. 255, 1951.
277. Thompson С. G., Steinhaus Е. A., Hilgardia, 19, 411—444, 1950.
278. Тимофеева Е. Р., Болезни непарного шелкопряда и зависимость их от
физиологического состояния насекомого, Диссертация, 1952.
279. Trager W., J. Exp. Med., 61, 501—513, 1935.
280. Tsujita M., Proc. lapan Acad., 31, 93—98, 1955.
281. v. Tubeuf C., Forst. Naturwiss. Ztg., 1, 34—47, 62—79, 277—279, 1892.
282. Vago C., 6. Int. Congr. Comp. Pathol, Madrid, 1, 121—133, 1952.
283. Vago C., Experientia, 9, 466, 1953.
170
284. Vago C.. Rev. du Ver й sole, 5, 73—81, 1953.
285. Vago C., Ann. Epiphyt., 3, Annales de 1’INRA, 319—332, 1953.
286. Vago С., C. R. Acad. Sci., 245, 2115—2117, 1957.
287. Vago C., Entomophaga, 3, 35—37, 1958.
288. Vago C., Int. Coll, de pathol. d’insectes, Paris, 423—443, 1962.
289. Vago C., Predisposition and interrelations in insect diseases. Insect Patho-
logy, I, 339—381, Academic Press, New York, 1963.
290. Vago C., J. Insect Pathol., 5, 275—276, 1963.
291. Vago C., Amargier A., Ann. Gpiphyties, 14, 269—274, 1963.
292. Vago C., At ger P., Entomophaga, 6, 53—56, 1961.
293. Vago C., Cayrol R., Ann. gpiphyties, 4, 421—432, 1955.
294. Vago C., Croissant O., Entomophaga, 9, 207—210, 1964.
295. Vago C., Croissant O., Lepine P., Ann. Inst. Pasteur, 89, 364—365,
1955.
296. Vago C., Croissant O., Lupine P., Ann. Inst. Pasteur, 102, 749—753,
1962.
297. Vago C., Vasil j evic L., Ant. v. Leuwenhoek, 21, 210—214, 1955.
298. Vago C., Vasiljevic L., Entomophaga, 3, 197—198, 1958.
299. Vasiljevic L., Zastita bilja, 57—66, 1957.
300. Vasiljevic L., Arhiva za poljoprivr. папке XIV, 103—108, 1961.
301. V a s i 1 j e vi c L., Int. Coll, de pathol. d’insectes, Paris, 407—416, 1962.
302. Veber J., Nature, 179, 1304—1305, 1957.
303. Veber J., Trans. 1st Int. Conf. Insect Pathol. Biol. Control, Praha, 217—
226, 1958.
304. Veber J., Int. Coll, de pathol. d’insectes, Paris, 403—405, 1962.
305. Wasser H. Block-, J. Bacterial., 64, 787—792, 1952.
306. Wasser II. Block-, S t e i n h a u s E. A., Virg. J. Sci., 2, 91—93, 1951.
307. Weiser J., Experientia, 4, 317—318, 1948.
308. Weiser J., Ann. parasitol., 24, 259—264, 1949.
309. Weiser J., Zschr. f. Pflpathol. u. Pflschutz, 63, 193—197, 1956.
310. Weiser J., Cs. parasitol., V, 203—242, NCSAV, Praha, 1958.
311. Weiser J., J. Insect Pathol., 16, 82—85, 1964.
312. Weiser J., Veber J., Ludvik J., Zool. Ent. listt), IV, 238—242, 1954.
313. Wellington E. F., Biochem. Biophys. Acta, 7, 238—243, 1951.
314. Wellington E. F., Biochem. J., 57, 334—338, 1954.
315. White G. F„ USDA Bur. Ent. Circ., 169, 5 pp., 1913.
316. Williams R. C., Smith К. M., Nature, 179, 119—120, 1957.
317. Wittig G., Arch. f. ges. Virusforsch., 9, 365—395, 1959.
318. Wittig G., Z. angew. Entom., 46, 385—400, 1959.
319. Wittig G., Steinhaus E. A., Dineen J. P., J. Insect Pathol., 2,
334_______345 i960.
320. Wyatt G. R.” J. Gen. Phys., 36, 201—205, 1952.
321. Xeros N„ Nature, 170, 201—205, 1952.
322. Xeros N., Nature, 175, 588, 1955.
323. Xeros N„ Nature, 178, 412—413, 1956.
324. Xeros N., Biochem. Biophys. Acta, 55, 176—181, 1962.
325. Xeros N., J. Insect Pathol., 6, 261—283, 1964.
326. Yamafuji K-, Enzymologia, 15, 223—231, 1952.
327. Yamafuji K-, X. Int Congr. Entomol., Montreal, 1956.
328. Yamafuji K-, Yoshihara 1., Enzymologia, 15, 10—13, 1951.
329. Yamafuji K-, Yoshihara I., Eto M., О m u r a FL, Enzymologia, 17,
237—244, 1955.
330. Жданов В. AL, Определитель вирусов человека и животных, 348 стр.
М„ 1953.
IV. Риккетсиозы насекомых
Общие свойства риккетсий. Риккетсии — организмы, очень тес-
но связанные с насекомыми. Риккетсии могут быть паразитами
насекомых, они могут переноситься насекомыми или же быть их
симбионтами. Исследования последних лет показали, что многие
виды риккетсий занимают промежуточное положение между пара-
зитом и симбионтом, что дает основание предполагать, что сим-
бионтные риккетсии в определенных видах насекомых могут вы-
звать заболевание и, наоборот, патогенные риккетсии в некоторых
видах хозяев развиваются как безвредные и невирулентные. Ко-
нечно, в естественных биоценозах, где проявляется большое ко-
личество возможных сочетаний и переходов, встречаются строго
определенные взаимосвязи между хозяином и риккетсиями.
Тельца риккетсий плохо окрашиваются анилиновыми красите-
лями. Для их окрашивания применяют раствор Гимза, раствор
Маккиавелли (4 минуты в основном фуксине, несколько секунд в
0,5%-ном растворе лимонной кислоты и докрашивание 1°/о’-ной
метиленовой синей в течение 20 секунд) или метод Кастенеди
(3 минуты в 1 о/о'-ной метиленовой синей, растворенной в фосфат-
ном буфере с pH 7,5, затем подкрашивание без промывки в 10 мл
10°/о'-ного сафранина с 30 мл 0,1%-ной уксусной кислоты).
Обычно риккетсии видимы как короткие, иногда умеренно изо-
гнутые палочки с более интенсивно окрашенными полюсами. Рик-
кетсии проходят определенный цикл развития. Большинство видов
риккетсий меньше самых мельчайших бактерий, развиваются вну-
три или на поверхности тканей и пе размножаются на искусст-
венных средах. Сикора в 1942 г. обнаружила в цикле развития
риккетсий стадию мелких шарообразных телец, из которых разви-
ваются яйцеобразные полярно окрашивающиеся тельца, образую-
щие легко окрашиваемые палЬчковидные цепочки. В итоге рас-
пада этих цепочек возникают двойные или одиночные палочки,
которые вновь превращаются в первоначальные, ранее упомяну-
тые шарообразные тельца. В пораженных риккетсиями клетках
тела насекомых встречаются также мелкие белковые кристаллы.
Тельца риккетсий довольно устойчивы, частично проходят через
бактериологические фильтры и, по-видимому, не имеют предрик-
кетсиалыюй стадии, которая была бы аналогична предвирусам.
В последующих описаниях риккетсий, связанных с насекомыми,
мы будем касаться лишь тех случаев, когда риккетсии патогенны
для насекомых, так как нет возможности уделить внимание сим-
биотическим видам, которые очень часто встречаются на кишеч-
ном эпителии или внутри клеток эпителия кишечника сосущих на-
секомых. В последних случаях не происходит прогрессирующего
172
поражения тканей, которое приводило бы к гибели хозяина. Сле-
дует сказать, что довольно трудно отличать нормальные симбио-
тические риккетсии от патогенных риккетсий позвоночных живот-
ных, переносимых в кишечнике насекомых. Эти риккетсии, хотя и
проникают в клетки кишечного эпителия, размножаются там и
уничтожают, зараженные клетки, но погибшие клетки хозяина воз-
мещаются в процессе обычной регенерации из регенерационных
узлов кишечника, и такие особи способны жить после заражения
так же долго, как и незараженные. В подобных случаях действи-
тельно можно констатировать изменение вирулентности паразита
при искусственном изменении его связей с хозяином. Одним из
примеров подобного рода является риккетсия Enterella stethorae
[4], которая после переноса ее хозяина-коровку Stethorus puncta-
tum (Lee.) и трех других видов жуков из Марокко в Калифор-
нию превратилась из безвредной в возбудителя опасного, тяжело-
го риккетсиоза.
Несмотря на то что первые достоверные исследования с рик-
кетсиями, патогенными для позвоночных животных, были прове-
дены Риккетсом, Хеглером, Провачеком, Серджентом, Фоли и Вп-
аллетом еще в 1909—1914 гг., риккетсии, безусловно патогенные
для насекомых, были обнаружены значительно позднее. Это объ-
ясняется тем, что виды риккетсий, которые заражают и уничто-
жают насекомых, не имеют значения в медицине и ветеринарии.
Первый случай обнаружения риккетсии, безусловно патогенной
только для насекомого-хозяина, был описан лишь в 1949 г. [27].
Обнаружение четырех других видов возбудителей риккетсиозов
насекомых, которые известны в настоящее время, свидетельствует
о том, что риккетсии как возбудители болезней насекомых не так
редки, как полагали раньше.
Таксономическая схема интересующих нас видов риккетсий,
предложенная Филипом [24], невелика. Класс Rickettsiales Bucha-
nan et Buchanan подразделяется на три семейства: 1) Rickettsia-
ceae Pink., 2) Chlamydozoaceae Moschk. и 3) Bartonellaceae
Strong. В первое семейство включены виды, для которых основ-
ным или промежуточным хозяином являются насекомые. Триба
Wolbachiae Philip содержат два рода симбионтов: Wolbachia Нег-
tign Symbiotes Philip. Энтомопатогенпые риккетсии в основном
относятся к роду Rickettsiella Philip.
Наряду с подлинно патогенными для насекомых риккетсиями
в их теле встречаются некоторые виды риккетсий, патогенные для
позвоночных животных и переносимые насекомыми. Многие дру-
гие виды организмов, относимые к риккетсиям, обитают в своих
насекомых-хозяевах в качестве симбионтов, способствующих луч-
шему усвоению пищи. К их числу можно отнести виды: Rickettsia
melophagi Ndl. с поверхности эпителия кишечника овечьего пухо-
еда (Melophagus ovinus), Rickettsia lectularia из кишечника и ми-
цетомы клопа Cimex lactularis L., R., rocha-limae Weigl также вну-
триклеточная из кишечника Pediculus humanus, R. ctenocephali
173
Sikora из миксоцеля блохи Ctenocephalides fells Bouche, R. tricho-
dectae Hindle из кишечника Trichodectes pilosus Giebel, R. linogna-
thi Hindle из кишечника Linognathus stenopsis (Burm.) и R. cu-
licis Brumpt из клеток эпителия кишечника комара Culex quinque-
fasciatus Say.
Большинство риккетсий, патогенных для позвоночных живот-
ных, развивается в клещах. Только для видов R. prowazeki da Ro-
chalima, R. typhi Wolbach et Todd и R. quintana Schmincke пере-
носчиками и промежуточными хозяевами являются насекомые.
Несколько других видов риккетсий удалось экспериментально пе-
ренести на насекомых, например Dermacentroxenus conorii
Brumpt, D. rickettsi Wolbach, D. acari (Hubner), Coxiella burneti
(Derrick) и Zinssera tsutsugamushi Hayashi [28].
Основным переносчиком Rickettsia prowazeki является вошь
Pediculus humanus de Geer. При питании этой вши риккетсии по-
падают в ее кишечный эпителий, первоначально проникая в му-
скулатуру кишечника, а затем, сосредоточиваясь в цитоплазме
клеток эпителия, где риккетсии размножаются. Клетки с инфекци-
ей выпадают в просвет кишечника, а когда масса риккетсий пере-
полняет клетку, клетка разрывается, и ее содержимое вместе с
массой риккетсий выводится наружу вместе с экскрементами.
Вначале пораженные клетки возмещаются за счет регенерации,
но затем организм оказывается неспособным к дальнейшей реге-
нерации погибших клеток, и вошь погибает. Помимо собственно
разрушающего действия риккетсий на пораженные клетки, на них
влияет также выделяемый паразитом токсин. Это токсическое ве-
щество при искусственном заражении оказывает свое действие
при даче больших количеств—1—2 млрд, риккетсий — или же
при заражении особо вирулентными штаммами возбудителя [20,
28]. В этих случаях не происходит сплошного заражения эпите-
лия, но клетки поражаются и погибают под действием токсина.
Перед гибелью вши гемоглобин высосанной ею крови растворяет-
ся в гемолимфе насекомого, в связи с чем тело таких вшей ста-
новится кроваво-красным, и они погибают через 3—24 часа. Если
риккетсии R. prowazeki пронцкают в гемолимфу вши, они здесь
развиваются, и из их телец образуются цепочки; в лимфоцитах и
эндоцитах вши возникают крупные вакуоли с риккетсиями, R. ty-
phi (Wolbach et Todd) нормально развивается в эпителии кишеч-
ника блох Nosopsyllus fasciatus Bose, Xenopsylla astia Rotsch. й
X. cheopis (Rotsch.). Экспериментально эта риккетсия была перене-
сена также на Polyplax spinulosa (Burmeister), на платяную вошь
и некоторых других насекомых, па которых она развивается, как
и предыдущий возбудитель.
Риккетсии размножаются в эпителии кишечника, постепенно
поражая и уничтожая все новые и новые клетки, пока не погиб-
нет хозяин. R. quintana (Schmincke) развивается только на поверх-
ности кишечного эпителия вши Pediculus humanus de Geer и не
проникает в клетки. При введении путем инъекции в гемолимфу
174
вши инфекция вскоре появилась р наростах кишечного эпителия,
где риккетсии размножались так же, как и в гемолимфе.
Вейеру [28] удалось перенести с клещей ректальным заражением
или инъекцией в гемолимфу платяной'вши виды риккетсий Derma-
centroxenus rickettsi, D. conori, D. acari, а также Coxiella burneti.
Все эти риккетсии развивались в клетках кишечного эпителия вши
с одинаковыми признаками болезни, различаясь лишь по скорости
ее развития.
В гемолимфе риккетсии развиваются вне тканей и также обра-
зуют скопления в лимфоцитах. Только Coxiella burneti проникает
и в другие органы вши: в гиподерму, жировое тело и овариальные
ампулы. Наоборот, Zinssera tsutsugamushi удерживается исклю-
чительно в инфицированном гемоцеле вши, однако при ректальном
заражении заболевание совсем не проявилось. Применение разных
видов риккетсий против вшей различалось по эффективности так
же, как и по действию их токсинов на хозяина. К числу наиболее
токсичных для вшей относятся вид Dermacentroxenus rickettsi и
некоторые штаммы D. conori.
Перенос инфекции путем инъекции в полость тела личинок жу-
ка Tenebrio molitor показал, что за исключением R. quintana и
Z. tsutsugamushi все остальные перечисленные выше риккетсии
способны выживать, а некоторые из них и размножаться в гемо-
лимфе и жировом теле личинок этого жука.
В опытах с R. prowazeki наблюдалось изменение приурочен-
ности к тканям и риккетсии, перенесенные нз эксплантата в вошь,
развивались эпицелюлярно на кишечном эпителии и утратили па-
тогенность для вшей.
Исследования различных риккетсий, патогенных для человека,
с точки зрения возможности их адаптации к новым насекомым-хо-
зяевам показали, что специфичность некоторых видов риккетсий по
отношению к определенным видам хозяев обусловлена строгими
экологическими связями (постоянный контакт и источник питания).
Дальнейшие исследования с искусственным заражением, по-ви-
димому, подтвердят тот факт, что патогенные риккетсии могут пе-
редаваться ряду различных насекомых-хозяев, однако от них они
не могут передаваться другим позвоночным животным. При обна-
ружении риккетсий в клетках кишечного эпителия насекомых необ-
ходимо прежде всего считаться с ними как с возможными возбу-
дителями риккетсиозных болезней человека.
Род Rickettsiella Philip [24]
Виды этого рода в большинстве непатогенны для позвоночных
животных и не имеют общих антигенов со штаммами рода Prote-
us (ОХ 19). Род Rickettsiella включает виды, которые поражают и
разрушают главным образом жировое тело насекомых и вызывают
смертельные заболевания своих хозяев. Наиболее обычной формой
этих риккетсий является их плохо окрашивающаяся шаровидная
175
стадия, из которой в клетке хозяина происходит формирование це-
почек из палочек. Палочковидные, часто почковидно изогнутые
риккетсии обычно имеют 450—610 ммк в длину и 200 ммк в шири-
ну. Серологические исследования [13] показали, что известные в
настоящее время виды этого рода имеют общий групповой анти-
ген, но в данном случае описаны виды, отличающиеся своим спе-
цифическим видовым антигеном, даже в тех случаях, когда возбу-
дители выделены из близких видов хозяев, как, например, Melo-
lontha и Popillia.
Ультратонкие срезы риккетсий показали, что в середине пало-
чек находится образование, подобное ядру, содержащее ДНК [12].
Соотношение ДНК и РНК аналогично их соотношению у бакте-
рий. Соотношение аденина, тиамина, гуанина и цитозина изменяет-
ся в зависимости от вида [31]. Толщина клеточных оболочек рик-
кетсий равна 150—300 А, и на их поверхности имеется тонкий ли-
поидный слой.
В отличие от вирусов риккетсии имеют собственный обмен ве-
ществ, регулируемый определенными ферментами.
Большой интерес представляют белковые кристаллы от яйце-
видной до веретенообразной формы, всегда образующиеся в клет-
ках, пораженных риккетсиями. Благодаря тому, что эти кристаллы
хорошо окрашиваются нейтральным красным [14], они легко раз-
личимы в пораженных тканях. Сравнение белкового состава кри-
сталлов и нормальных гранул, находящихся в жировом теле личи-
нок хрущей, показало, что основное различие между ними заклю-
чается в отсутствии тирозина в кристаллах, образующихся при
риккетсиозах. По данным новейших исследований Хугера [7], оп-
ределенные стадии развития риккетсий целиком преобразуются в
кристаллы.
Аналогичные наблюдения приведены в работе Вейзера [27].
В итоге этого преобразования остатки нуклеопротеидов отлагаются
в средней части палочки, на поверхности кристалла в виде тонкого
слоя ДНК. Этот слой по своим антигенным свойствам близок к
поверхностному антигену риккетсий [19].
Интересно, что подобная дегенерация происходит не во всех па-
лочках, а лишь у небольшой их части (первая инфекционная ста-
дия?). Вокруг кристаллов в дальнейшем развиваются риккетсии в
шаровидных белых вакуолях в плазме пли, как, например, у
R. chironomi, в шарообразных вздутиях, в центре которых на-
ходится кристалл, а остальное пространство заполнено риккетсия-
ми. Ультратонкие срезы показали, что у R. melolonthae [16] проис-
ходит размножение телец, ограниченных оболочкой исходных телец.
Синюха личинок майского хруща
(Melolontha melolonthae L.)
Заболевание личинок хруща, вызываемое Rickettsiella melolon-
thae [11], уже давно известно как «лоршская» болезнь. Эта болезнь
наблюдалась еще в 1936 г. в окрестностях Лорша (ФРГ). В неко-
176
Рис. 3. Развитие Rickettsiella tnelo-
lonthae:
a — зараженная клетка с мостиком из
ДНК и вакуолями из РНК на обоих
полюсах; б — образование цепочки; в — де-
генерация зараженной клетки в кристалл,
вокруг которого собираются молодые
•формы; д — полностью сформировавшийся
NR-кристалл.
торых лесных районах, обычно осенью, личинки хруща Melolontha
melolontha выходят из почвы на ее поверхность, где, как правило,
погибают, даже не пытаясь вновь зарыться в почву. Такие личинки
отличаются от нормальных цветом от опалового до синеватого.
Вилле и Мартиньони исследовали зараженных личинок и устано-
'вили, что у них поражено риккетсиями жировое тело. Возбудитель
болезни Rickettsiella melolonthae (Krieg) представляет палочку
длиной 500—680 ммк и шириной 280—270 ммк, обычно слегка изо-
гнутую, которая часто встречается и в виде шарообразной стадии
размером ПО—120 ммк. На срезах в середине палочки видны по-
добные ядру образования с ДНК, а на обоих ее концах находятся
метахроматические парануклеотиды с РНК, удаляемые обработкой
пепсином после гидролиза соляной кислотой.
Возбудитель поражает цитоплазму жировых клеток, где обра-
зует бесформенные, обычно чечевицеобразные скопления гранул.
Эти скопления, вначале окруженные первичными мешочками, по-
степенно вырастают до образований, видимых в темном поле ми-
кроскопа как светящиеся шаровидные образования, наполненные
риккетсиями [16]. Внутри мешочков образуются кристаллики, окра-
шиваемые нейтральным красным. Форма кристалликов от ромбо-
видной до веретенообразной, со сглаженными гранями, от 1 до
4 мк длины. Пораженные клетки разрываются, и их содержимое
переходит в гемолимфу, где поглощается лимфоцитами. Под воз-
действием паразита лимфоциты гибнут, что отражается на их ко-
личестве. Число плазмотоцитов уменьшается до '/6, а число сферои-
доцитов до */з их первоначального количества. Гемолимфа зара-
женных особей на воздухе не буреет, в то же время в процессе
болезни изменяется содержание тирозина и фенолоксидаз. Тело за-
раженных личинок хрущей утрачивает упругость тканей, а гемо-
лимфа густеет. Кристаллы, сопутствующие болезни, не содержат
риккетсий [13, 30].
Передача болезни происходит с зараженной пищей. Экспери-
ментально инфекцию из личинок Melolontha melolontha удавалось
передать личинкам Melolontha hippocastani Fabr., Amphimallon
solstitialis L. и Phyllopertha horticola (L.).
Чаще всего болезнь Поражает личинок, но проявляется также
у куколок, а в отдельных случаях у взрослых хрущей. На процесс
.линьки болезнь обычно не влияет. Заражение путем инъекции воз-
12 Я. Вейзер
177
будителя удается на всех стадиях развития хозяина. Последова-
тельное пассирование повышает вирулентность возбудителя болез-
ни для личинок хруща [8]. Уже после семи пассажей инкубацион-
ный период сокращается с 3 месяцев до 3 недель. В итоге частых
пассажей появляются главным образом палочковидные образова-
ния и некоторые личинки становятся водянистыми, что сопровож-
дается их пожелтением.
Rickettsiella melolonthae вызывает у белых мышей 10%-ную
смертность в результате перитонита, причем при интраназальном
введении гибель мышей от пневмонии происходила через 8 дней
[3, 11]. Опыты с культивированием этой риккетсии на искусствен-
ных средах не дали положительных результатов, так же как и по-
пытки заражения зародышей яйца.
Риккетсиоз хруща проявляется в природе в небольших или
крупных очагах, главным образом на участках, распахиваемых пе
ежегодно. Классическим местом резервации болезни являются упо-
мянутые лесные участки в Лорше близ Дармштадта. По данным
проведенных там широких исследований [21, 22], болезнь обычно
поражает до 5О7о' личинок, а в некоторых случаях даже 75% ли-
чинок хруща. Помимо личинок хруща, здесь были заражены и
личинки Phylloperta horticola L. и Amphimallon solstitialis (L.).
Никлас [23] обнаружил болезнь также на Anotnala dubiaaenea
De Geer и Serica brunnea (L.).
В этой области наблюдается выход больных личинок хрущей
из почвы. Другие постоянные очаги обнаружили Вилле [29] в
Швейцарии и Дюма и Юрпен [1] во Франции. Следует указать,
что очаги этой болезни пока что зарегистрированы лишь в обла-
стях долговременного или постоянного размножения хруща.
В Чехословакии эта болезнь пока пе обнаружена. Опытов исполь-
зования этого патогенного организма в борьбе с хрущами не про-
водилось.
Риккетсиоз японского опалового хруща
(Popillia janonica Newm.)
Эта болезнь, известная под названием «синюха личинок» Po-
pillia japonica Newm. — японского опалового хруща была обнару-
жена в штате Пенсильвания (США) в 1940 г., а позднее в дру-
гих частях ареала этого вредителя. В местах своего распростра-
нения в природе болезнь обычно уничтожает до 35% личинок хру-
ща. Зараженные личинки отличаются от нормальных тем, что их
жировое тело имеет синеватый цвет и просвечивает через кож-
ный покров, в то время как у здоровых личинок жировое тело
желтоватое и не просвечивает. Просвечивание жирового тела
у больных личинок объясняется тем, что жировые капельки в по-
раженных клетках заменены риккетсиями. Зараженные риккетси-
ей приманки обычно вызывают заболевание личинок, первые при-
знаки которого проявляются через 3 недели [2]. Быстрота разви-
178
тия болезни зависит от температуры среды. Зараженные личинки
после появления первых признаков болезни еще в течение месяца
питаются и остаются подвижными. При экспериментальном за-
ражении растворение жирового тела опытных насекомых менее
заметно, чем у особей, заразившихся естественным путем. Больные
личинки незадолго до гибели перестают питаться и становятся не-
подвижными. Шкурка мертвых личинок остается такой же
прочной, как и до гибели, быстрой мацерации трупов не проис-
ходит.
Мелкие тельца Rickettsiella popilliae (Dutky et Gooden), в
массе наполняющие гемолимфу пораженных клеток жирового те-
ла, отчетливо светятся в темном поле микроскопа. Болезни обыч-
но сопутствуют белковые кристаллики. Палочки риккетсий раз-
мером 600X200 ммк, умеренно изогнутые до почкообразных.
Помимо Papilla japonica, болезнь поражает также цветоедов Phyl-
lophaga epilida Say. и P. anxia Le Cente, причем характер про-
явления болезни у этих двух хозяев одинаков. Кристаллики име-
ют явно бипирамидальную форму и длину до 3 мк, при рассмат-
ривании сбоку двухвершинные. В свежем биологическом материа-
ле они как бы сросшиеёя и в промытом материале имеют простые
грани.
Rickettsiella popilliae переносит выдерживание в воде при
4° С более 76 дней без потери вирулентности.
Датки и Гуден опытами с искусственным заражением устано-
вили, что увеличением дозы инфекции можно сократить инкуба-
ционный период с 24 до 18 дней, а гибель насекомых при более
высоких дозах инфекции начинается на 18-й день вместо 48-годня
при слабых дозах. Верхний температурный порог развития болез-
ни около 30° С, оптимум 26,7° С. Чем медленнее идет развитие
болезни, тем отчетливее проявляются ее признаки. Полевые опыты
с заражением почвы, в которой находились личинки вредителя,
не дали желательных результатов. Через 40 дней пребывания в
почве, в которую было внесено более 720 млрд, риккетсий на 1 кг
почвы, из 50 личинок явно заразилось лишь 6 личинок и у 4 бы-
ли спорные признаки заражения.
Риккетсиоз сверчка Gryllus bimaculatus de Geer
Уже с давнего времени для разных видов сверчков известно
заболевание, которое характеризуется тем, что голова у заражен-
ных особей Необычно опущена вниз и ротовой аппарат находится
под грудью Насекомого.
Ваго и Мвртожа [25] обнаружили это заболевание в лабора-
торных популяциях сверчков Gryllus bimaculatus de Geer и G.
capitatus Saiissure. Зараженные особи отличались общим взду-
тием тела, главным образом брюшка, и затвердением суставов
ног; оба эти явления обусловлены общим повышением давления
внутри тела насекомого вследствие размножения риккетсий в его
12*
179
органах. Под влиянием болезни жировое тело всех стадий раз-
вития хозяина, до взрослой особи включительно, увеличивается,
воспаляется, а позднее распадается. В начальном периоде разви-
тия болезни жировое тело содержит множество телец, окрашива-
ющихся нейтральным красным по Маккиавелли, которые высво-
бождаются и переходят в гемолимфу. Эти тельца часто соединя-
ются в длинные цепочки. На срезах эти элементы можно обнаружить
также в эноцитах, в гонадах самцов, в мальпигиевых сосу-
дах, в эпителии кишечника, слюнных железах и между волокна-
ми нервных тяжей.
Несмотря на то что гонады поражаются слабо, а яичники обыч-
но вообще не поражаются, происходит общее ослабление хозяина
и редукция его некоторых половых органов, главным образом
придаточных желез, а также резкое снижение числа овариол.
Хотя больные особи в большинстве неспособны к размножению,
их половой инстинкт сохраняется.
Возбудитель болезни, которого Ваго назвал Rickettsiella gryl-
li, имеет длину 540—710 ммк и ширину 190—280 ммк, яйцевид-
ной формы, с одной выпуклой стороной. Кристаллики, в массе
сопутствующие ранее описанным видам, в данном случае обычно
отсутствуют. Болезнь передается с пищей (пожирание остат-
ков погибших особей); особенно легко инфекция распространя-
ется при массовом размножении сверчков в лабораторных усло-
виях.
Суспензия очищенных риккетсий, вводимая путем инъекций,
очень инфекционна. Помимо сверчков Gryllus bimaculatus и
G. capitatus, возбудитель заражает также виды G. assitnilis Fabr.
и G. domesticus Finot. Болезнь, которая была зарегистрирована
во Франции, по-видимому, распространена очагами во всем ми-
ре в лабораторных популяциях сверчков. При неожиданных, бы-
стрых вспышках болезнь вызывает относительно высокую смерт-
ность.
Риккетсиоз долгоножки Tipula paludosa (Meig.)
В личинках долгоножек, собранных в Ольденбурге, был обна-
ружен риккетсиоз, который изучался в лабораторных условиях.
Зараженные личинки были лишь несколько светлее нормальных
и в большинстве погибали только при окукливании. Среди куко-
лок болезнь встречалась реже, а во взрослых насекомых лишь в
исключительных случаях. При вскрытии больных личинок обна-
руживается матово-белое жировое тело, легко разрываемое, а
из клеток высвобождается беловатая масса телец, светящихся в
темном поле микроскопа. Эти тельца можно обнаружить также в
лимфоцитах, куда они проникают в результате фагоцитоза. Rickett-
siella' tipulae Muller-Kogler имеет тельца 400—600 ммк длины и
200 ммк ширины, яйцевидной формы. В давно заболевших насе-
комых тельца расположены поодиночке, а у недавно инфициро-
180
ванных собраны в длинные извилистые цепочки. Окрашиваются
они плохо. Болезни сопутствуют веретенообразные кристаллики,
как и у большинства других риккетсиозов. Размеры кристалли-
ков 0,8—2,2X1,2—3,8 ммк. Хугер [6] наблюдал образование аль-
буминоидных кристалликов.
От риккетсиозов жуков болезнь, вызываемая Rickettsiella ti-
pulae, отличается также тем, что риккетсии появляются и в неко-
торых других органах, например в гиподерме, в трахейных мат-
рицах, в мышцах кишечника, мальпигиевых сосудах, в перикар-
диальных клетках и ганглиях, а также в гонадах [17]. В природ-
ных условиях болезнь передается перорально. Осенью после вы-
хода личинок из яиц происходит их заражение, но проявляется
болезнь лишь весной следующего года.
Риккетсиоз Camptochirononius tertians Fabr.
В личинках этого комара из озера Дрекзее возле Плена (ФРГ)
был обнаружен риккетсиоз, который поражает жировое тело
[26, 27]. На личинках длиной более 3 см с обычно зеленоватым
или синеватым жировым телом, просвечивающим через кожицу,
при заражении появляются непрерывно увеличивающиеся белые
пятна, которые постепенно покрывают все тело. При вскрытии ли-
чинок обнаруживается фарфорово-белое, очень хрупкое жировое
тело, а из разрушенной ткани вытекает жидкость молочного цвета,
которая содержит массу сферических телец размером 200—
300 ммк.
Болезнь вызывается организмом, для которого предложено
название Ricketsiella chironomi Weiser. Развитие болезни про-
исходит фронтально от одного конца жирового тела к другому.
Микроорганизм проникает из кишечника в гемолимфу и перено-
сится ею в жировое тело, где начинается его размножение. Внача-
ле в плазме зараженных клеток видны только скопления из
5—10 сферических телец. В центре некоторых из них при окра-
шивании гематоксилином по Гейденгейну можно обнаружить не-
большую вакуоль, которая разрастается и превращает тельце во
вздутое образование за счет избытка плазмы па поверхности, что
в свете наблюдений Хугера следует считать стадией возникнове-
ния кристалликов. При дальнейшем развитии болезни в цито-
плазме пораженной клетки появляются вздутые шаровидные
тельца одинакового размера, возникающие, очевидно, в итоге де-
ления телец на две равные части, а также под влиянием того, что
риккетсии прижаты к поверхности кристаллика, который образо-
вался из пузыревидной клетки. В исходном материале кристалли-
ки не окрашивались, в связи с чем их не могли обнаружить в
срезах.
В начале заражения в пораженной клетке можно видеть лишь
один или два вздувшихся шарика, однако постепенно плазма за-
полняется риккетсиями, и под давлением их массы вздутый ша-
181.
Рис. 4. Потребление кислорода личин-
ками Camptochiromonus tentans:
А — незаряженные личинки; Б, В, Г — личин-
ки, пораженные в разной степени Rickettsiella
chironomi. Конечные пункты кривых Б—Г оз-
начают смерть подопытных насекомых. Изме-
рения производились через 30 минут, вели-
чины выражены в куб. миллиметрах кисло-
рода на 1 г личинок [5].
рик сплющивается и деформируется, подобно виноградной гроз-
ди. Ядро пораженной клетки остается без существенных измене-
ний до полного уничтожения цитоплазмы.
Клетка разрывается, и ядра оттесняются к стенке Синцития,
возникшего на внутренней стенке жирового тела. Пораженные
клетки увеличиваются, растягивая стенки, и приобретают яйце-
видную форму. Даже у сильно зараженных личинок поражаются
ле все части жирового тела. Не поражается также жировое тело,
которое является частью организма следующего возраста личин-
ки. Помимо жирового тела, ни в каких других органах инфекция
не была обнаружена. В мазках можно видеть много лимфоцитов,
которые не изменены фагоцитозом.
Развитие болезни протекает быстрее, чем при остальных рик-
кетсиозах. Первые признаки болезни появляются через 7—10
дней после заражения, а гибель личинок начинается уже через
14—18 дней. Эти данные в основном подтверждаются и наблюде-
ниями Харниша [5]. Пероральное заражение искусственно разво-
димых личинок через воду осуществляется очень легко и закан-
чивается 100%-ной смертностью. Харниш [5], проводя опыты с
этим видом комара из того же озера, вновь обнаружил описыва-
емую болезнь. Изучая дыхание этого насекомого, Харниш изме-
рял также количество кислорода, потребляемого зараженными и
здоровыми особями. Результаты этих определений приведены на
рисунке 4. Как видно из графика, больные личинки в отличие от
здоровых начинали погибать в опыте уже через 30 минут, причем
их гибели предшествовало заметное снижение интенсивности ды-
хания. Измерялась также интенсивность дыхания личинок с явны-
ми признаками болезни при анестезии (0,5%-ный этилуретан,
9,6%-ный спирт или 0,1%-ный хлоралгидрат). Больные личинки в
этом отношении почти не отличались от здоровых (контрольных),
и лишь к концу опыта у них определенно усиливалось дыхание,
как реакция на болезнь. Последующие опыты с личинками, про-
водившиеся при постоянном встряхивании колбочек с личинками,
помещенными в смесь газов с низким парциальным давлением
кислорода, показали, что в этих условиях личинки не погибали.
182
Харниш пришел к выводу, что повышенное содержание кисло-
рода в жидкости сильно влияет на развитие болезни, которая из
хронической переходит в острую форму с высокой смертностью
зараженных насекомых. Личинки, взятые с большей глубины и
перенесенные в среду, богатую кислородом, оказались неспособ-
ными противостоять болезни, которая бурно развивалась и закан-
чивалась их гибелью. Эти изменения в течении болезни под влия-
нием внешних условий интересны для эпизоотологии. Пока не бы-
ло проведено опытов с искусственным заражением других видов
насекомых. Представляется возможным культивировать Rickettsi-
ella chironotni в лаборатории на личинках С. tentans.
Указатель литературы
1. Dumas N., Hurpin В., С. R. Soc. Biol., 153, 932—933, 1959.
2. Dutky S. R„ Gooden E. L„ J. Bad., 63, 743—750, 1952,
3. Giroud P., Dumas N., Hurpin В., C. R. Acad. Sci., 247, 2499—2501,
1958.
4. H a 11 I. M., Bradgley M. E., J. Bad., 74, 452—455, 1957.
5. Harnisch O., Experientia, 5, 205, 1949.
6. Huger A., I. Insect Pathol., 1, 60—66, 1959.
7. Huger A., Privat commun., 1963.
8. Hurpin В., XI. Int. Congr. Entomol., Wien, 2, 875—880, 1960.
9. Krieg A., Naturwissensch., 42, 609—610, 1955.
10. Krieg A.. Z. Naturforsch., 10b. 34—37, 1955.
11. Krieg A.. Zbl. Bakt. Il, 108, 535 538, 1955.
12. Krieg A., Z. Naturforsch., 13b, 374—379, 1958.
13. Krieg A., Z. Naturforsch., 13b, 555—557, 1958.
14. Krieg A., Naturwissensch., 46, 231—232, 1959.
15. Krieg A., J. Insect Pathol., 1, 95—98, 1959.
16. Krieg A., Z. Naturforsch., 15b, 31—33, 1960.
17. Krieg A., Grundlagen der Insektenpathologie, 305 pp., Steinkopf, Darmstadt,
1961.
18. Krieg A., Rickettsiae and rickettsioses. Insect Pathology. I, 577—618, Aca-
demic Press, New York, 1963.
19. Krieg A., Z. Naturforsch., 19, 487—490, 1964.
20. Kry n ski S., Woyciecliowska S., Przeglad epidemiologiczny, 2, 1 —
39 1948.
21. N i k 1 a s O. F., Zschr. PflPathol. u. Pflschutz, 63, 81—95, 1956.
22. Niklas O. F., Zschr. f. angew. Zool., 45, 103—116, 1958.
23. Niklas O. F., Anz. f. Schadlingskunde, 37, 22—24, 1964.
24. Philip С. B„ Can. J. Microbiol., 2, 261—270, 1956.
25. Vago C., Martoja R., C. R. Acad. Sci., 256, 1044—1045, 1963.
26. Weiser J., Experientia, 4, 317, 1948.
27. Weiser J., Ann. Parasitol., 24, 259—264, 1949.
28. Weiser J., Acta tropica, 11, 193—221, 1954.
29 Wille H., Trans. 1st Int. Conf. Insect Pathol., Biol. Control, Praha, 127—
141, 1959.
30 Wille H., Martignoni M. E., Scweiz. Zschr. Allg. Path. Bakt., 15,
' 470—474, 1952.
31. Wyatt C. R., Cohen S. S., Nature, 170. 846, 1952.
V. Бактериальные болезни
насекомых
Никакие другие организмы не встречаются так часто в мертвых
насекомых и не бывают так часто причиной гибели многочислен-
ных популяций насекомых, как бактерии. Бактерии имеются во
всех частях земной поверхности и проникают во все участки тела
организма, имеющие связь с внешней средой: в ротовое отвер-
стие, кишечник, гениталии, в дыхательную систему и в органы
выделения. Эта способность бактерий проникать повсюду приво-
дит к тому, что каждый организм всегда носит в себе своих мо-
гильщиков. Пока организм жив, он имеет достаточно средств за-
щиты, которые удерживают бактерии в определенных рамках, не
позволяющих им прйчинять вред. Но как только организм поги-
бает, бактерии всеми путями проникают в ткани организма, раз-
лагают и уничтожают их. Если обнаружение в мертвом насеко-
мом спор простейших или полиэдров вирусов является доказа-
тельством, что насекомое погибло или хотя бы было заражено
болезнью, вызванной вирусом или простейшим, то к бактериям
это правило неприменимо. Это объясняется тем, что бактерии
имеются в большом количестве в кишечнике даже здоровых осо-
бей, а вызываемое бактериями разложение органов насекомого
может являться завершающим процессом какого-либо поврежде-
ния или какой-либо болезни, вызванной другим организмом. Бак-
териальное разложение тканей всегда происходит при гибели на-
секомых от старости. Только яйца и куколки насекомых после
гибели могут остаться стерильными до полного автолиза.
Указанное повсеместное присутствие бактерий очень затруд-
няет оценку патогенности разных видов бактерий для насекомых.
Отмечены сотни случаев, когда бактерий, явно способствовавших
быстротечной и сильной эпизоотии обширной популяции насеко-
мого, выделяли и размножали в большом количестве на искусст-
венной питательной среде, однако их применение на том же хо-
зяине не вызывало заражения даже при таких высоких дозах,
которых в природных условиях насекомые никогда не могли по-
лучить. Эти обычные неудачи при использовании бактерий про-
тив насекомых можно лишь предположительно объяснить утратой
вирулентности в результате размножения бактерий на искусст-
венной среде, но все факторы, обусловливающие подобные неуда-
чи, не выяснены до настоящего времени. Несмотря на это, наши
знания о механизме действия бактерий и об условиях, которые
сопутствовали подобным сильным эпизоотиям, обогатились на-
столько, что стали известны основные причины неудач в попытках
использования бактерий как средства борьбы с вредными насеко-
184
мыми и можно избегнуть подобных неудач. К числу главных
ошибок проведенных ранее неудачных попыток использования
бактерий против насекомых можно отнести следующие.
1. Бактерии, обнаруженные в мертвых насекомых и использу-
емые как средство борьбы, вовсе не были причиной гибели на-
секомых, а только сопутствовали им как «могильщики».
2. Насекомые, против которых применяли размноженных бак-
терий, были не в таком физиологическом состоянии, в каком бы-
ли насекомые в популяции, где вспыхнула эпизоотия.
3. Отсутствовал биотический или абиотический вспомогатель-
ный фактор, сопутствующий исходной бактериальной болезни.
4. Размноженные бактерии перестали быть вирулентными, так
как питательная среда была непригодной или же бактерии утра-
тили вирулентность еще в первоначальном хозяине.
Могли сказаться и другие факторы, например выделенная бакте-
рия не была причиной гибели насекомых, а подлинный патогенный
организм не был способен размножаться в искусственных средах.
Одним из первых исследователей, столкнувшихся с бактери-
альными болезнями насекомых, был Луи Пастер, который при
работе с нозематозом тутового шелкопряда в семидесятых годах
прошлого века долго не мог решить, какие болезни шелкопряда
вызваны бактериями, а какие — простейшими. Пастер встретил-
ся с болезнями, которые местные шелководы называли «гатти-
на», «фляшерия» и т. п. Некоторые болезни протекали очень бы-
стро, другие медленно. Уровень бактериологической таксономии
того времени не позволял различать эти бактерии так, чтобы те-
перь можно было установить, с какими видами имели дело преж-
ние исследователи. Пастер лично интересовался только простей-
шими, но не использованием бактерий против насекомых. Этот во-
прос изучал несколько лет позднее ученик Пастера — Мечников,
но лишь в поисках примеров иммунологических реакций. В конце
прошлого века были выявлены и другие стороны значения бакте-
рий— возбудителей болезней насекомых. У пчел была выявлена
болезнь — гнилец, возбудителем которой были признаны бакте-
рии. Интенсивная борьба с этой болезнью вновь привлекла вни-
мание к микробиологии. В 1910 г. французский бактериолог
Д’Эрелль, открывший бактериофаг, установил, что саранча, являв-
шаяся бичом для полуострова Юкатан, погибла от болезни, вы-
зываемой мелкими палочковидными бактериями, которые вошли
в историю под названием Coccobacillus acridiorum. Д’Эрелль вы-
делил бактерию, размножил ее в больших количествах на искус-
ственных средах и использовал в разных местностях против са-
ранчи. Он провел опрыскивание бактериальной суспензией ско-
пления саранчи в Аргентине, Колумбии, а также в Алжире и Ту-
нисе. Результаты опрыскивания имели лишь местное значение, а
в ряде случаев вообще не были отмечены.
Когда подобные опыты с С. acridiorum были повторены дру-
гими исследователями, удовлетворительных результатов также не.
185
было получено. Попытки использования бактерий в дальнейшем
прекратились, и, хотя не были установлены причины неудач, ин-
терес к использованию бактерий против насекомых снова пропал.
Человеком, вновь возбудившим интерес к использованию бакте-
рий как средства борьбы с вредными насекомыми, был Металь-
ников. Виды бактерий, которых он использовал для практическо-
го применения, относились к группе Bacillus thuringiensis, обна-
руженной в 1912 г. Берлинером. В. thuringiensis благодаря рабо-
там ряда исследователей начали размножать в заводских мас-
штабах, и этот энтомопатогенный вид получил широкое практи-
ческое применение. В ходе исследований с названным возбуди-
телем была выявлена и также получила применение и другая
бактерия — возбудитель «молочной болезни» японского опалового
жука Popillia japonica, обнаруженная Датки в двадцатых годах
текущего столетия. Несмотря на то что возбудитель названной
болезни не размножается на искусственных питательных средах,
методика его разведения на личинках японского жука, разрабо-
танная сотрудниками Министерства сельского хозяйства США,
позволила производить биоматериал возбудителя в больших коли-
чествах. Искусственно размноженными бактериями обрабатыва-
ли земельные участки, зараженные личинками японского жука, и
в результате молочная болезнь вместе с другими факторами, ко-
торые влияли на Popillia japonica, снизила численность личинок
вредителя до экономически несущественного уровня.
В последние годы перечень энтомопатогенных бактерий попол-
нился несколькими видами клостридий и псевдомонад. Современ-
ное положение таково, что наука и практика могут использовать
в борьбе с насекомыми ряд видов бактерий таким же образом,
как применяются инсектициды с заранее рассчитанным результа-
том. Это способствует также и тому, что вопросами патологии
насекомых в настоящее время занимаются много исследователей.
Вместе с тем еще нельзя сказать, что используемые бактериаль-
ные средства борьбы с вредными насекомыми полностью находят-
ся в наших руках.
Взаимосвязи насекомых и бактерий. После исследований Меч-
никова об иммунитете беспозвоночных изучали многих возбуди-
телей бактериальных болезней насекомых, вели поиски зависимо-
сти между дозой инфекции и степенью заражаемости хозяина. Эти
опыты, как показывают, например, работы Метальникова или
Пейо [163], в большинстве случаев проводились путем инъекции
бактерий в тело насекомых. В итоге этих опытов были изучены
для разных видов хозяина вопросы гуморального и клеточного
иммунитета и механизма защиты организма от возбудителей, ка-
кие известны для позвоночных животных. Однако в тех случаях,
когда опыты проводились не на лабораторных моделях с приме-
нением инъекций возбудителя, а методом, близким к естественно-
му, т. е. путем скармливания подопытным насекомым заражен-
ного корма, как это происходит в природе, заражения насекомых
186
обычно не происходило. На это явление ни один из прежних ис-
следователей не обращал достаточного внимания и не стремился
найти ему объяснение. На основе наших исследований мы при-
шли к выводу, что организмы насекомых и позвоночных значи-
тельно отличаются в том, что касается проникновения в них бак-
терий [259].
У позвоночных животных после появления на свет происходит
постоянное проникновение микроорганизмов в тело через слизи-
стые оболочки рта, носа, глаз, через кожные покровы, ссадины или
эпителиальные клетки пищеварительного тракта, через органы вы-
деления, половые и дыхательные органы. Для ликвидации прони-
кающих в тело микроорганизмов у позвоночных животных су-
ществует гуморальная и корпускулярная эластичная защитная
система, которая способна задерживать, растворять, захватывать
проникающие микроорганизмы и обезвреживать их другими спо-
собами. Эта защитная система находится в постоянной готовности
и имеет очень гибкий аппарат регуляции многочисленных уча-
ствующих в ней факторов, действие которых возрастает в зави-
симости от потребности, с предельным напряжением всего орга-
низма, связанным с повышенной температурой и болезнью.
У насекомых пет мест, где бы ткани тела имели постоянный
контакт с микроорганизмами. Тело насекомых покрыто хитиновым
панцирем, который изолирует внутренние органы от каких-либо
контактов с внешней средой. Хитиновый покров проникает и
внутрь тела насекомых. Передняя и задняя кишки представляют
части производного эктодермы, покрыты хитиновой экзокутику-
лой, а единственная часть, которая не имеет хитинового покро-
ва— средняя кишка-—выстлана хитиновой трубочкой, перитро-
фической мембраной, которая начинается в передней части сред-
ней кишки и тянется через весь кишечник до анального отвер-
стия. Пища, которая проходит по кишечнику, непосредственно не
соприкасается с его эпителиальными клетками, но подвергается
диализу в перитрофической мембране; переваренные части пищи
диффундируют через стенку мембраны в пространство между ней
и эпителием, откуда всасываются его клетками. По всем дан-
ным, у насекомых отсутствует эластичный механизм защиты про-
тив проникающих микроорганизмов. У насекомого защита от бак-
терий, проникающих в его тело извне, слабо выражена.
В большинстве случаев, когда бактерия проникает внутрь те-
ла насекомого, происходит ее интенсивное размножение, которому
организм насекомого не может противостоять, и в конечном итоге
паразит губит зараженную особь. Однако проникновение бакте-
рий в тело насекомых происходит исключительно редко, хотя в
кишечнике насекомых они бывают в большом количестве.
Для того чтобы бактерии проникали в тело насекомого, обыч-
но необходимы два фактора: сама бактерия и фактор, открыва-
ющий «ворота инфекции» в теле насекомого. Для бактерии нуж-
но лишь одно условие — чтобы она могла размножаться в пита-
187
тельной для нее среде тела насекомого. Своим размножением она
повреждает организм хозяина и является его патогеном. У неко-
торых видов бактерий их продукты обмена и ферменты — силь-
ные яды для хозяина. Иногда развитие бактерий происходит за-
медленно, потому что насекомое страдает от недостатка пищи.
Вспомогательный фактор может быть самого различного характе-
ра. Иногда это механическое повреждение кутикулы хозяина яй-
цекладом паразита, чужеродным телом, внедряющейся или выхо-
дящей из тела нематодой, каким-либо абразивным материалом.
Иногда этим фактором бывает химическое вещество, например
токсин, который нарушает функции организма насекомого, глав-
ным образом кишечника, или же влияние климатических факто-
ров (высокая или низкая температура, влажность, недостаток
воздуха или кислорода и вызванные этим изменения аэробиоза
или анаэробиоза в кишечнике).
Вспомогательными факторами иногда являются также некото-
рые другие заболевания, вместе с которыми или после которых
бактерии проникают в тело насекомых. Некоторые нематоды зано-
сят в насекомых бактерии в своих органах пищеварения, а в ряде
случаев несут в себе бактерии как постоянных симбионтов. Нако-
нец, возможно проникновение бактерий в тело хозяина после раз-
рушения важных его органов другой болезнью, практически лишь
за несколько часов до физической смерти хозяина от этой болез-
ни. Можно предполагать, что в некоторых случаях бактерии мо-
гут вызывать нарушения в образовании перитрофической мембра-
ны и тем самым создавать условия для своего проникновения
внутрь тела насекомого.
Представляет интерес то, что некоторые виды бактерий посто-
янно несут вспомогательный фактор типа токсина, способного от-
крыть бактериям доступ в тело хозяина. Такие бактерии не нуж-
даются в помощи дополнительных факторов при заражении, и их
относят к числу облигатных возбудителей болезней насекомых.
Другая большая группа бактерий благодаря выделяемым ими
токсинам или вредным для насекомых продуктам обмена способ-
на заражать насекомое-хозяина и причинять ему вред, в тех слу-
чаях, когда высокие концентрации бактерий и их метаболитов с
пищей попадают в организм насекомого. В качестве примера та-
ких факультативных возбудителей можно указать Pseudomonas
aeruginosa, Bacillus lentimorbus или Serratia tnarcescens.
Особый путь заражения бактериями из этой группы — это про-
никновение бактерий в тело, насекомых с помощью других микро-
организмов, развитие которых создает в организме насекомого
условия, способствующие проникновению и размножению основ-
ного возбудителя (например, Streptococcus pluton и бактериозы
пчел). Во многих случаях нематоды действуют как постоянные
переносчики бактерий.
Все остальные виды бактерий, которые вообще могут разви-
ваться в органах насекомых, относятся к следующей группе. Это
188
многочисленная группа паразитов, проникающих в тело насеко-
мых непосредственно после повреждения эпителия кишечника ин-
сектицидами, после болезни или ослабления насекомого вслед-
ствие недостатка воздуха. Изучение экологии бактериальной фло-
ры насекомых [39, 134, 186] показало, что в пищеварительном
тракте насекомых содержатся те же виды бактерий, что и в по-
глощенном ими корме. Состав бактерий изменяется с переменой
пищи, но все эти виды бактерий заражают насекомых лишь слу-
чайно. До настоящего времени не отмечена какая-либо специфич-
ная кишечная микрофлора у насекомых, включающая компонен-
ты, отсутствующие в бактериальной флоре их пищи (кроме ви-
дов, сбраживающих целлюлозу у древогрызущих видов насеко-
мых) .
Штейнхауз [184] различает шесть групп бактерий, связанных
с насекомыми:
I. Не связанные с насекомыми бактерии из внешней среды.
II. Бактерии, проходящие через кишечник насекомых с пи-
щей.
III. Неспорулирующие бактерии (факультативные возбуди-
тели).
IV. Спорулирующие бактерии — факультативные возбудители.
V. Спорулирующие бактерии — облигатные возбудители.
VI. Кристаллообразующие штаммы.
Бухер [39] подразделяет бактерий, связанных с насекомыми,
на четыре группы.
А. Облигатные возбудители, которые не размножаются на ис-
кусственных средах.
Б. Кристаллообразующие виды с кристалликами токсина.
В. Факультативные возбудители.
Г. Непатогенные для насекомых виды.
Облигатность бактерий первой группы в значительной мере
объясняется недостаточностью наших знаний, а не особыми
свойствами микроорганизма. В последующих разделах дается об-
зор патогенных видов, где особое внимание уделено наиболее
важным практическим видам. Для определения менее значимых
видов бактерий следует пользоваться определителями типа «Ber-
gey’s Manual of determinative bacteriology», где читатель найдет
более подробное описание свойств и признаков бактерий, необхо-
димых для их определения.
Виды бактерий, связанных с насекомыми, мы в дальнейшем
подразделяем на группы:
а) облигатные возбудители — какими являются Bacillus popi-
lliae, В. thuringiensis, В. lentimorbus, В. larvae или Clostridium
brevifaciens;
б) факультативные возбудители, к числу которых относятся
Pseudomonas aeruginosa, Cloaca cloacae-,
в) случайные возбудители — большинство видов бактерий, свя-
занных с насекомыми.
189
Факторы, влияющие на заражение насекомых бактериями. На
развитие бактериальных болезней насекомых существенное влия-
ние оказывают различные факторы. В настоящее время эти фак-
торы объединяют под общим названием стрессоров (усилителей
или перегрузок). Их влияние очень часто ощущается особенно
при искусственном разведении насекомых, по точное определение
функций, механизма воздействия этих факторов связано со мно-
гими трудностями, в чем убедились еще Пейо [163] и Штейнха-
уз [189].
Повышение температуры до 30° С ускоряет возникновение и
развитие бактериальных болезней, тогда как температура ниже
20° С замедляет или приостанавливает развитие бактериозов. Тем-
пература выше 30° С часто приводит к термической «дезинфек-
ции» насекомого, к его выздоровлению.
Влажность в сочетании с высокой температурой и недостаточ-
ным притоком воздуха, а также ухудшение качества влажной пи-
щи, попадающей в кишечник насекомого, часто бывает факто-
ром, способствующим развитию бактериальных болезней насе-
комых.
Денатурация корма, загрязнение корма химическими вещест-
вами и токсические или субтоксические дозы ядов способствуют
усиленному развитию бактериозов.
Облучение влияет как дезинфицирующий фактор, убивающий
бактерий (ультрафиолетовые лучи), а также (особенно радиоак-
тивное облучение) поражает насекомых и тем самым облегчает
возникновение бактериальных болезней.
Пища (ее состав) сама по себе оказывает большое влияние
на развитие бактериозов насекомых, так как от нее зависит, разо-
вьется ли в кишечнике богатая микрофлора или, наоборот, кишеч-
ник останется почти стерильным. Все эти факторы будут более
подробно обсуждены в разделе о септицемиях.
Защитные процессы в организме насекомых. В настоящее вре-
мя имеется мало достоверных данных по вопросу об иммунитете
насекомых к бактериям. В прошлом исследователи лишь в отдель-
ных случаях пытались определить дозу вводимого в насекомое
антигена или микроорганизма и в основном работали с ограничен-
ным числом видов насекомых. Метальников [153] подразделил
всех бактерий по их взаимосвязям с насекомыми на три группы:
1) бактерии, к которым можно вызвать полный иммунитет (сю-
да относится большинство микроорганизмов, патогенных для по-
звоночных животных); 2) микроорганизмы, к которым вырабатыва-
ется лишь слабый, частичный иммунитет (разные виды рода
Staphylococcus)-, 3) микроорганизмы, к которым совершенно не со-
здается иммунитета. К числу представителей этой группы прежде
всего относится род Pseudomonas. Главную роль в защите орга-
низма насекомых от бактерий Метальников отводил фагоцитозу.
Пейо [163], наоборот, убедился в действенности обеих систем —
гуморальной и целлюлярной.
190
Многие авторы [74, 154, 162] вырабатывали у насекомых ак-
тивный иммунитет к бактериям. Было показано, что в отличие от
позвоночных животных более слабые дозы вакцины вызывали бо-
лее быструю реакцию, чем большие дозы [157]. Вакцины, вводи-
мые перорально, были неспособны защищать гусениц тутового
шелкопряда от возбудителя. Зернов в 1928 г. доказал, что можно
также пассивно иммунизировать насекомых гемолимфой другой
особи, иммунной против определенного возбудителя (например, с
использованием Salmonella enteritidis), однако реакция в плазме
и в лимфоцитах была неспецифичной. Стефенс получила подоб-
ный же результат на G. mellonella, иммунизированной против
Pseudomonas aeruginosa.
Из различных иммунологических реакций у насекомых были
зарегистрированы агглютинация [74], реакция лизинов и антиток-
синов. Современное состояние знаний по этому вопросу еще очень
недостаточно, неизвестна еще общая картина развития лимфоци-
тов насекомых и всей целлюлярной защитной системы. Очень ма-
ло данных также о развитии болезней и иммунологических реак-
циях па них в природных условиях. Стефенс [204], которая ис-
пользовала в качестве модели Pseudomonas aeruginosa и гусениц
Galleria mellonella, установила, что антиген остается в гусеницах
большой вощинной моли в течение всего периода их устойчиво-
сти. Антиген, присутствовавший в иммунной крови, вызывал укро-
ликов агглютинацию с титрами в 10 раз более высокими, чем тит-
ры, соответствующие самой вакцине Р. aeruginosa. При изуче-
нии мест локализации фракции, вызывавшей повышение титра,
Стефенс обнаружила, что большая часть фракции растворена в
жидкой фракции гемолимфы. Если в живом организме хозяина
реакция протекала всего за несколько часов, для ее завершения
in vitro требовалось трое суток. Личинки вощинной моли приоб-
ретали активный иммунитет к летальным дозам Р. aeruginosa че-
рез 20—24 часа. При этом концентрация вакцины не оказывала
особого влияния на степень иммунности. Относительно специфич-
ный иммунитет гусениц сохранялся до 3 дней. Хотя иммунная
лимфа обезвреживала даже двойную летальную дозу бактерий,
в гемолимфе не были обнаружены настоящие антитела. Весьма
правдоподобно, что различия в данных, полученных Стефенс на
Pseudomonas aeruginosa и данных других авторов, изучавших
патогенез возбудителей болезней человека для насекомых, каса-
ющиеся главным образом повышенной антигенности иммунной ге-
молимфы для кроликов, связаны с образованием токсинов, кото-
рые недавно обнаружены Лысенко [137]. В этом случае мы впер-
вые встречаемся в иммунологии насекомых с взаимной реакцией
двух организмов, которые встречаются друг с другом в природе.
Поэтому можно было доказать, что нельзя защищать от болезни
гусениц, впрыскивая им неспецифические вещества, как, напри-
мер, бульон, даже если их можно сделать пассивно иммунными
кровью кролика, иммунизированной к подобному антигену.
191
Облигатные возбудители болезней насекомых
В эту группу возбудителей болезней насекомых, выделяемую
лишь для удобства обучения, включены виды бактерий, которые
развиваются только в живых насекомых, вызывая их гибель. Не-
которые из видов бактерий этой группы могут развиваться и на
субстратах-заменителях живых тканей насекомых. Продукты
обмена и токсины, выделяемые бактериями этой группы, очень
активно действуют на насекомых, болезни или гибель которых —
специфический индикатор этих бактерий. Облигатные виды энто-
мопатогенных бактерий отличаются от остальных болезнетворных
бактерий также и своей специфичностью, способностью заражать
лишь определенные виды насекомых, оставаясь безвредными для
других видов. К облигатным видам энтомопатогенных бактерий
относятся группы Bacillus cereus, В. thuringiensis, В. popilliae,
В. larvae, В. lentimorbus и Clostridium brevifaciens.
ГРУППА BACILLUS CEREUS FRANKLAND ET FRANKLAND
Бактерий этой группы многократно выделяли из мертвых насе-
комых, и была доказана их патогенность при пероральном вве-
дении насекомым. Стефенс [199] обнаружила в мертвых гусени-
цах яблонной плодожорки бактерию, которая была способна
размножаться на обычных питательных средах, образуя серые, су-
хие колонии. Этот факультативно анаэробный вид на желточных
средах не вырабатывает черный пигмент, так как не содержит
фосфатазу, разжижает желатин, гидролизует крахмал и образует
кислоту из глюкозы, мальтозы и сахарозы. Он не расщепляет ара-
бинозу, лактозу, глицерин и маннит. На кровяных средах не вы-
зывает гемолиз, восстанавливает нитраты до нитритов, дает по-
ложительную реакцию с метиленовой красной. Реакция Воже —
Проскауера непостоянная. Индола не образует. Вегетативные
клетки размером 0,9—1,4X1,4—3,0 и,до 7,0мк, споры правильно
яйцевидной формы, 1—1,3X1,0 мк. Параспоральные тельца и кри-
сталлы не образует.
Заражение этим штаммом В. cereus достигается перорально,
и септицемия происходила в течение 24—96 часов. Стефенс [204]
установила, что при заражении гусениц большой вощинной моли
путем инъекции возбудителя в гемолимфу LD50 была равна 150
клеткам. После заражения происходит повреждение кишечного
эпителия, перитрофическая мембрана исчезает и бактерии через
разрушенные участки эпителия проникают в тело насекомого. Де-
генерация тканей происходит, по-видимому, еще до поступления
бактерий в гемолимфу. Последовательное пассирование возбуди-
теля повышает его вирулентность для насекомых.
В лабораторных опытах с искусственным заражением на теле
гусениц появлялись бурые пятна, которые во многих случаях ти-
192
пичны для септицемии, обнаруженной при раздавливании тела гу-
сеницы или проколе ее оболочек.
Опыты с использованием разведенных спор бактерии для оп-
рыскивания против яблонной плодожорки не дали положительных
результатов [200]. В связи с этим не было получено доказательств
подлинной патогенности штамма СМ 1—3 для гусениц яблонной
плодожорки и остается невыясненным, чем отличаются условия,
в которых проводились лабораторные опыты, давшие положи-
тельные результаты, от условий в природе.
Весьма вероятно, что Bacillus cereus обладает патогенностью
для многих видов насекомых, зависящей от какого-то вспомога-
тельного фактора, обусловливающего благоприятные условия для
развития бактерии в кишечнике хозяина. Об этом свидетельству-
ет то, что Хеймпел [88] выделил из погибающих личинок пилиль-
щика Pristiphora erichsoni (Htg.) штамм, соответствующий по
своим признакам Bacillus cereus, описанному Стефенс. В лабора-
торных условиях этот штамм был перенесен на Neodiprion lecon-
tei (Fitch.) и на N. pratti banksianae (Rohw.). Упомянутый
штамм вместе с четырьмя другими Хеймпел испытывал на девя-
ти видах пилильщиков, добившись смертности личинок до 65%.
При разведении пилильщиков в лабораторных условиях часто
наблюдается повышенная восприимчивость этих насекомых к ин-
фекции, что тоже доказывает различие условий использования
бактерий в лаборатории и в природе. Как показали Кушнер и
Хеймпел [125], патогенность Bacillus cereus в основном связана
с образованием фосфолипазы, неспецифического фермента и од-
ного из экзотоксинов, образуемых бактериями из группы Bacil-
lus thuringiensis.
ГРУППА BACILLUS THURINGIENSIS BERLINER
Эта группа получила название по виду Bacillus thuringiensis,
первого подробно описанного типичного ее представителя. Груп-
па объединяет ряд широко известных видов бактерий, характери-
зующихся тем, что они образуют кристаллы токсинов, обусловли-
вающих действие бактерий на насекомых.
Пастер при изучении нозематоза диагностически установил
«фляшерию», бактериальную гибель, вызывающую паралич гусе-
ниц тутового шелкопряда. Но штамм, который был тогда выделен
и назван Bacillus bombycis, в дальнейшем выделялся столько раз,
что из двух штаммов, сохранившихся до настоящего времени в
Пастеровском институте в Париже, только один образует вклю-
чения, и оба эти штамма лишь очень слабо патогенны для насеко-
мых. Позднее, лишь в 1902 г., Ишивата писал о «Sotto»— возбу-
дителе паралича гусениц тутового шелкопряда в Японии. С 1908 г.
Ивабуши впервые использует в японских публикациях назва-
ние Bacillus sotto (Steinhaus), Bacillus thuringiensis появился в
13 Я. Вейзер
193
Европе как возбудитель новой болезни вскоре после завоза ам-
барной огневки (Ephestia kuehniella Zell.) на европейские мель-
ницы. Болезнь характеризовалась тем, что гусеницы вредителя
становились вялыми. Как японские авторы, так и Берлинер долго
не могли понять принципиального отличия этих штаммов бакте-
рий от обычно выделяемых. Это объясняется, с одной стороны,
тем, что в большинстве опытов применялся метод инъекции бак-
терий в тело насекомых, а с другой — тем, что бактерию неодно-
кратно заново выделяли и описывали под разными названиями,
и она содержалась в разных препаратах, испытывавшихся во
Франции в борьбе с вредными насекомыми. Маттес в Германии
пытался использовать бактерию против амбарной огневки на
мельницах, однако не добился успеха.
В тридцатых годах текущего столетия в Европе проводилась
широкая международная кампания борьбы с кукурузным стебле-
вым мотыльком (Pyrausta nubilalis (Hbn.). Метальников, Хегула,
Шорин и Гуш использовали в опытах ряд видов бактерий и среди
них также Bacillus thuringiensis, заново выделенную под назва-
ниями В. ephestiae, В. gelechiae, В. galleriae и В. cazaubon.
Идентичность всех этих изолятов видна уже из эффективности
их действия на насекомых. Гуш в 1928 г. испытывал В. thuringi-
ensis в лаборатории и в поле и добился существенного сниже-
ния численности гусениц. Результат, полученный исследователя-
ми от применения бактерий, выразившийся в снижении численно-
сти гусениц стеблевого мотылька на 50—60%, значительно пре-
восходил результат от применения арсената, после обработки ко-
торым оставалось 82% живых гусениц [159]. Заслуживающие вни-
мания результаты были получены Метальниковым и его сотрудни-
ками при использовании этих бактерий против вредителей вино-
градной лозы и хлопчатника, поскольку они всегда были лучше,
чем от применения кишечных инсектицидов.
Следует отметить, что такая эффективность была достигнута,
когда производство бактериального препарата не было стандар-
тизировано и отдельные партии препарата отличались по своей
эффективности, так как не был известен принцип действия бакте-
рии на насекомое. Несмотря на это, препарат «Спореип» лабо-
ратории Либек в Париже был хорошего качества, что подтверж-
дают опыты Жако, вновь успешно применившего этот препарат
в 1950 г.
В Европе в те годы с В. thuringiensis работали только венгер-
ские исследователи и ученик Гуша — Клемент [113], успешно при-
менявший эту бактерию против американской белой бабочки.
В США Штейнхауз опубликовал в 1951 г. [179] свои наблюдения
о штамме В. thuringiensis Маттеса, который даже после 20-летне-
го хранения на искусственных средах не утратил своей эффектив-
ности против насекомых. Сообщение привлекло большой интерес
исследователей к этой бактерии. Механизм действия В. thuringien-
sis был объяснен, после того как Ангус [2] по предложению Ханней
194
[85] провел анализ параспоральных телец (кристаллов), образуе-
мых В. sotto, и обнаружил, что они содержат токсин, которым
бактерия и поражает насекомых. В 1956 г. Лемуань и др. [129] пу-
бликуют первые данные о культивировании В. thuringiensis на пеп-
тоновой жидкой питательной среде в погруженной культуре на ка-
чалках.
Полученная таким путем бактериальная суспензия использо-
валась в опытах против гусениц белянок на овощных культурах.
Ванкова [242] сообщает об идентичности действия параспоральных
включений трех известных штаммов В. thuringiensis и указывает
на возможность создания непатогенных штаммов, не образующих
токсических кристаллов. В 1957 г. Штейнхауз [183] сообщил, что в
США на основе этой бактерии производится биопрепарат в про-
мышленных масштабах. В те годы и в Чехословакии велись пер-
вые лабораторные опыты по производству биопрепарата В. thurin-
giensis в 20-литровых ферментерах, а в 1958 г. Ванкова [244]
опубликовала пока единственную работу о некоторых условиях
глубинной заводской ферментации В. thuringiensis.
С этого времени в продаже под разными названиями появля-
ется все больше препаратов, содержащих В. thuringiensis, в боль-
шинстве случаев это 30%-ные концентраты с неорганическими
наполнителями. Препарат, производимый в Чехословакии, представ-
лял 100%-ный концентрат высушенных бактериальных спор. Мно-
гие работы посвящены изучению условий оптимального действия
В. thuringiensis, спектров действия разных штаммов на насекомых
и их испытаниям более чем на 120 видах насекомых. Поми-
мо кристаллических токсинов, исследователями обнаружен
растворимый токсин, вырабатываемый В. thuringiensis, расширя-
ющий спектр ^действия этой бактерии. В. thuringiensis является
первым поступившим в широкую продажу промышленным биоло-
гическим препаратом для борьбы с вредителями.
Морфология В. thuringiensis. Группа В. thuringiensis включает
более 30 штаммов, содержащихся в коллекциях институтов под раз-
ными названиями. Многие из этих штаммов одного происхождения,
но в процессе длительного культивирования они изменили неко-
торые свои свойства.
Различные штаммы В. thuringiensis имеют свои ареалы, соот-
ветствующие распространению определенных видов насекомых-хо-
зяев. Так, для Азии типичными являются В. sotto и В. dendroli-
mus, для США — В. entomocidis и В. finitimus, помимо В. thuringi-
ensis, занесенного с зараженными гусеницами Е. kuehniella Zell.
В Европе для шелководческих областей Франции типичны штаммы
В. anduze и В. alesti и штамм В. thuringiensis для складов зерна
и муки. Из природных популяций большой вощинной моли проис-
ходит штамм В. galleriae. При оценке и описании вновь выделяе-
мых культур необходимо учитывать, не был ли ранее использован в
месте сбора больных насекомых завезенный бактериальный пре-
парат.
13:
195
getechcoe
сагаиЬоп
cttntfcf
Рис. 5. Токсичность 12 штаммов В. thuringiensis для 8 видов бабочек. Материал
получен в лабораторном ферментере иа основной питательной среде. Вт—Вот-
byx mori; РЬ—Pieris brassicae; Мп—Malacosonta neustria; Нс—Hyphantria cunea;
Gin—Galleria mellonella; Ek — Ephestia kuehniella; Ld — Lymantria dispar;
Md—Mamestra brassicae. Полная окружность соответствует 100%-ной смерт-
ности [246].
Основной вид В. thuringiensis Berliner имеет следующие общие
свойства: это грамположительные палочки размером 3—6X0,8—•
1,3 мк, одиночные или в»цепочках, подвижные благодаря наличию
жгутиков длиной 6—8 мк. -После интенсивного роста палочек про-
исходит образование спор, при этом в палочке вблизи от одного
конца образуется яйцеобразная эндоспора и в противоположной
части палочки — белковый кристалл, сначала в виде бесформенно-
го комочка, а затем принимающий форму правильного восьмигран-
ника. Образование кристалла при споруляции является признаком,
отличающим В. thuringiensis от всех остальных представителей
группы В. cereus. Споры размером 1—1,8X0,8—0,9 мк, кристаллы
0,8—1,4 мк длиной и 0,4—0,8 мк шириной.
Остатки стенок палочки (спорангия) после образования споры
и кристаллика автолизуются, и оба образования освобождаются.
196
Вес и размеры спор и кристаллов примерно одинаковы, поэтому их
механическое разделение очень затруднено. У В. finitimus стенки
спорангия не разрушаются и спора остается вместе с кристал-
ликом.
Чистые культуры всех штаммов растут аэробно, образуя серые,
плоские, в большинстве случаев матовые колонии с неправильны-
ми очертаниями. В период споруляции они высыхают и делаются
мучнистыми. Штаммы В. thuringiensis не производят индол и уре-
азу, реакция с метиленовой красной — положительная. На кровя-
ном агаре хорошо заметен гемолиз. Они сбраживают глицерин, ле-
вулезу, глюкозу, мальтозу, трегалозу и крахмал, но не сбражива-
ют арабинозу, ксилозу, галактозу, лактозу, маннит, дульцит и ину-
лин. Инфекционны для гусениц бабочек, главным образом шелко-
прядов и белянок.
Штаммы Bacillus thuringiensis. Среди спорулирующих бакте-
рий группы Bacillus cereus Fr. et Fr., морфологический физиоло-
гически очень однородной, отдельные виды можно различить лишь
серологическим методом, а еще лучше по их действию на насеко-
мых-хозяев. По этим критериям можно отличить патогенный для
позвоночных, животных В. anthracis Cohn от непатогенных В. me-
gatherium de Вагу и В. cereus Fr. et Fr.
Bacillus thuringiensis отличается от В. cereus в основном тем,
что образует токсические кристаллы, действующие на гусениц. Ес-
ли образования кристаллов В. thuringiensis по каким-либо причи-
нам не произошло, отличить эти виды очень трудно, и их легко
спутать. В этом и заключается причина частых споров о самосто-
ятельности вида В. thuringiensis. Типичные представители вида
В. thuringiensis после пассирования через насекомых при спороно-
шении на мясопептоцном агаре при споруляции всегда образуют
параспоральные кристаллы токсинов.
Как показывает обзор биохимических свойств отдельных штам-
мов [18, 139], речь идет о штаммах, имеющих ряд различий даже
в разных изолятах из одного основного штамма, причем эти раз-
личия намного больше различий между описанными штаммами. На
этом основании такие виды, как В. sotto Iwabuchi, В. alesti Touma-
noff и В. dendrolimus Talalajev, мы относим к штаммам вида
В. thuringiensis. В дальнейшем мы выделяем их главным образом
потому, что они отличаются друг от друга по своей патогенности
в отношении разных видов насекомых, что важно для их практиче-
ского использования.
Штамм В. thuringiensis Berliner является номиналом для опи-
сания всей группы. Помимо штамма Маттеса, сюда относятся
штамм Клемента, чешский штамм 058, изолят Штейнха-
уза В-14 и В. thuringiensis galleriae Krieg. Сюда же, по-
видимому, следует отнести также старые штаммы В. ephestiae,
В. gelechiae, В. cazaubon и В. pyraustae ^Метальникова и др. Штамм
В. thuringiensis имеет относительно широкий спектр действия, он
тесно связан с вредителями запасов — Ephestia kuehniella Zell.,
197
Plodia interpunctella Hbn. и с насекомыми, случайно или постоянно
контактирующими с названными вредителями. У Е. kuehniella бо-
лезнь протекает как медленная септицемия, без паралитической
стадии, вероятно, в результате длительного контакта хозяина и па-
разита, но объясняется также, и действием особых ферментов в
кишечнике гусениц этой бабочки. Патогенность для гусениц боль-
шой вощинной моли относительно невелика, за исключением штам-
ма Крига, полученного путем селекции. Штамм регулярно спору-
лирует и образует кристаллы токсина. На питательных средах, со-
держащих глюкозу, и при нерегулярных пересевах он временно ут-
рачивает способность образовывать кристаллы. После нескольких
пересевов на мясопептонном агаре или на среду, способствующую
споруляции, эта утраченная штаммом способность восстанавлива-
ется.
Некоторые штаммы в результате длительного содержания на
непригодных средах утрачивают патогенность для насекомых
(В. cazaubon, В. ephestiae, В. gelechiae). Штамм В. thuringiensis
был много раз выделен при эпизоотиях в природе [119, 179, 254],
а однажды был выделен из совки-гаммы (Plusia gamma L.) при
одновременном заражении ее В. thuringiensis и Tarichiutn gam-
тае [254]. Штамм В. alesti Toumanoff et Vago [234] отличается от
предыдущего главным образом тем, что образует красный пиг-
мент на яичных средах. К этому штамму очень близки штамм
В. anduze Lemoigne et al. [129] и ряд других штаммов, выделен-
ных во Франции. По-видимому, сюда относится и первоначальный
Bacillus bombycis Пастера и его сотрудников. Штамм вызывает,
особенно у гусениц тутового шелкопряда, быстрый паралич и
очень эффективен против гусениц белянки. В Европе повсеместно
сопутствует старым выкормкам шелковичного червя. Был выде-
лен из пыли, взятой в червоводне.
Фитц-Джемс и Янг [71] получили его мутации, не образующие
кристаллов. Природные эпизоотии этого штамма подавляются
обычными дезинфекциями, поэтому о них нет данных в литературе.
Штамм В. sotto Iwabuchi—-это восточноазиатский ана-
лог предыдущего штамма. По мнению Штейнхауза [191], этот
штамм является доминантной формой всей группы, но первона-
чальное его описание было опубликовано на японском языке и
поэтому не получило приоритета. Исходный штамм неизвестен, в
лабораториях имеются два штамма, несколько отличающихся по
реакции Воже—Проскауера и по образованию фосфолипазы.
Штамм В. sotto также типичен для выкормок шелковичного
червя, вызывая эпизоотии, и был много раз выделен из заражен-
ных им партий гусениц. Туманов [226] и Фитц-Джемс и Янг [71]
зарегистрировали расщепления штамма, которые не образуют
кристаллов.
Штамм В. dendrolimus Talalajev был выделен из природных
очагов местных эпизоотий сибирского шелкопряда (Dendrolimus
sibiricus Tschet.), удаленных от населенных пунктов. В 1958 г.
198
было доказано наличие в клетках бактерий этого штамма кри-
сталликов токсина. О болезни сибирского шелкопряда, вызывае-
мой этой бактерией в популяции вредителя в Шадаринской тайге,
имеются данные еще с 1898 г.
Талалаев [210—212] размножал бактерию на разных средах,
получал конечный продукт в виде смеси культуры бактерий с
крахмалом и использовал эту смесь для обработки лесов, распы-
ляя порошок, посылаемый с помощью сигнальных ракет с земли
в кроны деревьев, а также путем авиаопыливания леса. В. den-
drolimus вызывает местные вспышки септицемии сибирского шел-
копряда, и, по данным Талалаева [214], инфекция сохраняется в
течение зимы в диапаузирующем поколении гусениц.
В опытах с белянкой и тутовым шелкопрядом возбудитель
развивается аналогично другим штаммам, вызывая паралич и сеп-
тицемию. В отношении непарного шелкопряда этот штамм не-
сколько более эффективен в сравнении с другими.
Штамм galleriae Isakova [107], по-видимому, определенно
связан с В. galleriae Metalnikow [154], использованным в опытах
Метальникова и переданным им Поспелову. Этот штамм по своей
специфической эффективности против большой вощинной моли не
имеет себе равных. Бактерии этого штамма не сбраживают фрук-
тозу, мальтозу, трегалозу и глицерин. По-видимому, этот штамм
узко специализирован на гусеницах большой вощинной моли в ус-
ловиях улья. Размноженный в чистой культуре на искусственных
средах он очень эффективен и против других насекомых.
Штамм entomocidis Heimpel et Angus [92] был выделен
Штейнхаузом [180] из Aphomia gularis Zell. Помимо этого, сюда
относится другой штамм, выделенный из Plodia interpunctella
Hbn. также Штейнхаузом [180] и описанный Хеймпелом и Ангу-
сом в 1958 г. как В. entomocidis subtoxicus. Оба названных штам-
ма характеризуются отрицательной реакцией Боже—Проскауера,
не образуют лецитиназу и происходят из одной географической
области. Первый штамм патогенен для тутового шелкопряда, вто-
рой можно применять против гусениц белянки. Штаммы В. ento-
mocidis и В. entomocidis subtoxicus занимают крайнее положение
в группе В. thuringiensis и, по всей вероятности, окажутся само-
стоятельными.
Штамм finitimus Heimpel et Angus [94] от всех предшест-
вующих отличается в основном тем, что у него споры не отделе-
ны от кристалликов. Штамм был выделен из Malacosoma disstria
Hbn. До настоящего времени неизвестен вид насекомого-хозяина,
на котором этот штамм вызывал бы летальный исход. Однако это
не означает, что он не патогенен для хозяина, который пока неиз-
вестен. Параспоральные тельца отличаются от кристалликов, об-
разуемых остальными штаммами.
Свойства спор Bacillus thuringiensis. У разных штаммов на-
блюдаются различия во времени образования спор после посева
культуры. Штаммы В. thuringiensis и В. alesti начинают образо-
199
вывать споры уже через 24 часа после посева на мясопептонном
агаре (МПА), штамм В. sotto — через 36 часов, а остальные
штаммы — лишь через 48 часов. Пониженные температуры задер-
живают спорообразование.
Смирнов [173] доказал, что при температуре 12—16° С культу-
ры хуже образуют споры и что многие вегетативные клетки в этих
условиях образуют токсические кристаллы без образования спор.
В связи с этим нарушается соотношение спор и кристаллов, так
как многие клетки содержат по два кристалла. При таких усло-
виях через 360 часов в высушенной бактериальной массе отно-
шение кристаллов к спорам равно 2: 1.
При нормальной температуре в высушенном состоянии споры
В. thuringiensis очень устойчивы и сохраняются без существен-
ных изменений 10 и более лет. Влага вызывает прорастание спор,
что при дальнейшем хранении приводит к их гибели. В то время
как вегетативные клетки переносят температуру 60° С в течение
100 минут, а 100° С — лишь в течение 10 секунд, сухие споры
этой бактерии выдерживают температуру 100° С в течение не-
скольких часов, 140° С переносят без повреждения в течение 2 ча-
сов, но через 3 часа (при 140° С) погибает большая часть спор.
Температуру 150° С споры выдерживают более часа. Высокую
температуру при высокой влажности и нормальном или повышен-
ном давлении споры переносят значительно хуже. При 100° С
они погибают уже через 5—10 минут, а при 110° С — через
3—5 минут. В природном материале, содержащем остатки бел-
ковых веществ, споры более устойчивы. При стерилизации посу-
ды, приборов и оборудования в автоклаве необходимо поддержи-
вать в течение 30 минут температуру 120°С (давление 1 ати).
Ультрафиолетовое облучение с длиной волны V=260 мм силь-
но повреждает споры, по меньше влияет на включения. Этот ме-
тод можно использовать для инактивации спор в смешанном с
токсическими кристалликами материале.
К воздействию химических веществ более устойчивы споры,
чем кристаллы. 0,1 н. раствор НС1 и 0,1 н. раствор NaOH раз-
рушают споры через 24 часа. Токсин кристаллов растворяется
уже в 0,02—0,05н. растворе NaOH. Таким путем можно полу-
чить жизнеспособные споры без токсических включений.-
Из дезинфицирующих средств наилучшее действие оказывает
формальдегид, его 5%-ный водный раствор инактивирует споры,
эндотоксин и экзотоксин в течение 5 минут. Сложное лаборатор-
ное оборудование и садки-изоляторы можно обеззараживать па-
рами формалина под пленкой. Для полной дезинфекции необхо-
димо насыщать пространство под пленкой парами 4%-ного кипя-
щего формалина в течение 30 минут.
Токсины Bacillus thuringiensis. Патогенное действие этой бак-
терии на насекомых связано с токсинами, которые она выраба-
тывает. Бактерии образуют термолабильный эндотоксин, выде-
ляет в окружающую ее среду термостабильный экзотоксин, термо-
200
лабильные ферменты типа лецитиназы и протеазы и выделяет
также антибиотик типа пенициллина.
Термолабильный эндотоксин. Хенней [85] первым высказал
предположение, что параспоральные кристаллы, которые наблюда-
ли Берлинер и Маттес, имеют прямую связь с токсином, выделяе-
мым В. thuringiensis. Ангус [6] растворял кристаллы в щелочи и
нейтрализацией осаждал их снова, чтобы доказать, что кристаллы
действительно являются местом концентрации токсина. Токсин об-
ладает очень сильным действием на насекомых. LD50 для гусениц
тутового шелкопряда, по данным Ангуса [4], составляет 1 мкг на
1 г веса гусеницы. Хенней и Фитц-Джемс [86] установили, что кри-
сталлы токсинов, образуемые всеми штаммами, имеют очень пра-
вильную форму с зазубренными гранями. В электронном микро-
скопе под воздействием потока электронов они деформируются, и
их не удается закрепить, даже фиксируя осмиевой кислотой. При
распаде кристаллов выявляются пальцевидные параллельные бо-
роздки, хорошо видные на поверхности кристаллов. Ванкова [246]
установила, что кристаллы восьмигранной формы состоят из сло-
ев, образующих длинные цилиндрические цепочки молекул токси-
на. В некоторых местах хорошо видны участки, разделяющие та-
кие цепочки на повторяющиеся структуры. Расстояние между цент-
ральными осями двух расположенных рядом цепочек составляет
250—300 ммк. Лабоу подвергал эти кристаллы кристаллографиче-
скому анализу на углеродных отпечатках, напыленных платиной,
и установил, что вся структура кристалла, образуемого В. thuringi-
ensis, состоит из тетрамолекулярных бипириамидальных элементов
с гранью, равной 123 А, по форме подобных форме всего кристал-
ла. Молекулы протеина сферической формы диаметром 87 А. В пре-
паратах Лабоу, так же как и в препаратах Банковой, хорошо вид-
ны пленочные образования, обволакивающие кристаллы, которые
названный автор считает слоем сферических телец, расстояние
между центрами которых равно 68 А. Весьма вероятно, что этот
слой является составной частью оболочки образующегося кристал-
ла. Сравнение различных штаммов, проведенное Банковой [246], не
выявило принципиальных различий в строении кристаллов.
Образование кристаллов в клетках бактерий разных штаммов
происходит очень закономерно. Кристаллы образуются в то время,
когда в клетке уже легко можно рассмотреть спору. До образова-
ния в культуре спор невозможно обнаружить в плазме какую-либо
часть, соответствующую образующемуся токсину [274].
Несмотря на то что образование токсина по времени совпадает
с периодом образования споры, токсин не является метаболитом
спорообразования. Туманов [226] доказал на В. th. sotto, что этот
штамм может образовывать споры, но при этом не всегда образу-
ются кристаллы. Ванкова установила, что штамм 058, поддержи-
ваемый на МПА с глюкозой, неожиданно утратил способность об-
разовывать кристаллы, но через несколько пассажей вновь восста-
новил эту способность. Такой же случай повторился со штаммом.
201
который хранили в холодильнике и несколько раз подогревали и
охлаждали. Механизм подавления способности образовывать кри-
сталлы до настоящего времени не выяснен.
Фитц-Джемс и Янг [71], действуя формалином на активирован-
ные теплом споры, получили штаммы, образующие очень мало кри-
сталлов или совсем не образующие их. Смирнов [172] установил,
что при низких температурах, наоборот, можно получать дополни-
тельные кристаллы, так как многие бактериальные клетки тогда
образуют не споры, а кристаллы.
Химический состав кристаллов, образуемых большинством
штаммов, очень близок. Анализ чистой массы кристаллов показы-
вает, что они содержат только токсин.
Ангус [4] растворял белок кристаллов в 0,05 н. NaOH и анали-
зировал массу осадка, полученного добавлением ацетатного буфе-
ра при pH 4,4. Он выделил 17 аминокислот, обычных для бактерий
и в сходных количествах. Токсические кристаллы менее устойчи-
вы, чем споры.
Термостабильный экзотоксин. Этот токсин был обнаружен от-
носительно поздно [151], хотя он имелся во многих препаратах с
начала их изучения. Токсин образуется при ферментации в период
так называемой логарифмической фазы (см. график на рис. 6),
остается растворенным в питательной среде и при определении спор
и кристаллов обычно удаляется с отсепарированной жидкостью.
Токсин переносит при автоклавировании температуру 120°С в те-
чение 10 минут и относительно мало специфичен. По-видимому, он
является причиной патогенности некоторых штаммов и для тех ви-
дов насекомых, которые обычно невосприимчивы к В. thuringiensis
[51].
При пероральном введении интоксикация насекомых проявля-
ется относительно поздно, через 6—8 дней после скармливания ин-
фекционного материала. О характере токсического действия этого
вещества пока достаточных данных нет. Весьма вероятно, что этот
токсин обусловливает заболевание насекомых при их инфициро-
вании вегетативными клетками бактерий и в тех случаях, когда
токсин не вызывает поражения кишечника. Экзотоксин и эндоток-
син в большинстве случаев действуют совместно и синергически.
Испытания экзотоксина проводили также Криг и Херфс [122].
Термолабильные экзотоксины. Эти вещества собственно не
содержат токсинов в подлинном смысле этого слова. В большин-
стве это ферменты, которые используются бактерией для получения
питательных веществ и которые она выделяет в культуральную
жидкость. Туманов [226] обнаружил у В. thuringiensis фосфолипа-
зу С (лецитиназу С) и убедительно доказал ее связь с инсектицид-
ной активностью. Хеймпел [88] изучал зависимость патогенности
штамма В. cereus для пилильщика Pristiphora erichsoni Htg. от
выделения бактерией лецитиназы и установил более сложные связи
между пилильщиком и штаммами В. thuringiensis. Бухер [39] до-
казал, что В. thuringiensis вырабатывает также протеазы, сущест-
202
венно влияющие на патогенность бактерии главным образом в ре-
зультате нарушения функций фагоцитов насекомого-хозяина.
Одним из нетоксических продуктов, образуемых В. thuringien-
sis, является антибиотик, подобный пенициллину. Этот антибиотик
обнаружен Банковой [242], и с его образованием связаны наличие
пенициллиназы и устойчивость штаммов В. thuringiensis к пени-
циллину. Против других антибиотиков эта бактерия не имеет защит-
ных систем и поэтому восприимчива к действию стрептомицина,
ауреомицина, хлоромицетина и террамицина [231], а также к дей-
ствию тетрациклина, эритромицина, бацитрацина, неомицина и
фрамицетина [237]. Африкан [1] дополнил список антибиотиков,
действующих на эту бактерию, включив в него актиномицин, кана-
мицин, амфомицин, субтилин, тиротрицин, полимиксин, гризеин,
фитобактериомицин и фумагилин. Образуемый В. thuringiensis ан-
тибиотик помогает бактериям проникать через ткани насекомых, за-
селенные сапрофитами.
Действие В. thuringiensis на гусениц. Из ранее сказанного выте-
кает, что патогенными для насекомых являются лишь бактериаль-
ные культуры, в которых полностью завершился процесс образо-
вания спор и кристаллов токсина. Механизму действия и избира-
тельной способности бактерии заражать восприимчивого хозяина
посвящено много сообщений, однако эти вопросы до сего времени
еще не выяснены. Было установлено, что пища, содержащая ток-
син, задерживается в кардии кишечника гусеницы, где происходит
всасывание токсина, в результате чего наступает паралич кишеч-
ника. Гусеница перестает питаться и в зависимости от дозы ток-
сина рано или поздно погибает. Отравление часто проявляется в
поносе, причем иногда гусеницы после гибели бывают приклеены
к частям растений белковым экссудатом. Изучение действия на гу-
сениц златогузки штамма, утратившего способность образовывать
токсические кристаллы, показало, что пероральное введение гусе-
ницам такой культуры бактерий не вызывало заболевания, хотя в
культуре споры были жизнеспособны [242]. Следует отметить, чтоб
этом случае споры прошли через кишечник гусеницы без прораста-
ния. Их можно было снова выделить из экскрементов и культиви-
ровать уже использованный штамм. В том случае, когда к спорам
этого штамма добавляли токсические кристаллы, отделенные от
спор нормального штамма, образующего кристаллы, смесь была
нормально патогенной. Чем меньше была доза токсических кри-
сталлов, тем позже наступала гибель гусениц.
Токсин, вырабатываемый В. thuringiensis, как ранее установи-
ли Танада [215], Туманов и Ваго [235] и о чем упоминал еще Мат-
тес [149], вызывает распад кишечного эпителия зараженных гусе-
ниц. Обширные участки эпителия распадаются на отдельные клет-
ки, и гемолимфа проникает в просвет кишечника. Гемолимфа в
некоторых случаях вызывает при поносе выделение экссудатов бел-
ковой консистенции. Скорость и интенсивность распада эпителия за-
висят не только от дозы токсина, но также и от характера тканей
203
хозяина. Хеймпел и Ангус [93] пытались объяснить интоксикацию
изменением pH гемолимфы и кишечника насекомых. Они раздели-
ли гусениц бабочек по их восприимчивости к действию токсина,
выделяемого В. thuringiensis, на три группы. У первой группы пос-
ле заражения происходило подщелачивание гемолимфы, у второй
подщелачивания не было, а у третьей группы не наблюдалось ни-
какого паралича кишечника, а болезнь развивалась по типу септи-
цемии. Первые две группы по реакциям хозяина на токсин были
противоположны друг другу. У гусениц первой группы наблюдает-
ся гистолиз и гемолимфа проникала в кишечник, а соки кишечни-
ка — в гемолимфу. В связи с этим pH гемолимфы повышался с
первоначального 6,8 до pH 8, а pH кишечника снижался с 10,5 до
9,0 и ниже. Во второй группе, хотя эпителий кишечника гусениц и
поражался, но он не распадался и обмена жидкостями между ге-
молимфой и кишечником не происходило.
Прорастание спор В. thuringiensis и размножение палочек бак-
терий в кишечнике гусениц происходят с некоторой задержкой,
благодаря чему сапрофитные микроорганизмы размножаются на
открытых тканях, проникают в гемолимфу и постепенно вызывают
септицемию. В. thuringiensis проникают вслед за сапрофитами из
мелких очагов в стенках кишечника под мышечным слоем. Ско-
рость гибели гусеницы зависит от степени повреждения кишечни-
ка, а также от состава микрофлоры бактерий, размножающихся в
теле зараженного насекомого. Гусеницы большой вощинной моли,
у которых бактериальная флора более однообразна, погибают пос-
ле длительного периода развития болезни.
В тех случаях, когда эпителий кишечника не распадается на
отдельные участки, размножаются лишь вегетативные палочки
В. thuringiensis и болезнь протекает дольше. Случаи слабого от-
равления токсином и развития септицемии связаны прежде всего с
составом пищеварительных соков, которые способны до известной
степени разлагать токсин на составляющие его токсичные элемен-
ты, всасываемые кишечником, где действуют и другие вырабаты-
ваемые бактерией токсины.
Болезни, вызываемые Bacillus thuringiensis. Детальные иссле-
дования разных штаммов В. thuringiensis и ее реизолятов из зара-
женных насекомых выявили в последнее время наличие ряда не-
специфических бактериофагов. Африкан [1] выделил три фага из
колоний В. cereus, В. mycoides и В. thuringiensis, которые пора-
жают разные штаммы В. thuringiensis. Два других фага выдели-
ли Йодер и Нельсон в 1960 г. и еще четыре фага указал Норрис
[161]. Фаги были выделены также из содержимого кишечника гу-
сениц тутового шелкопряда, где они подавляли развитие В. thurin-
giensis. Так как эффективность бактерии зависит прежде всего
от действия введенного в гусеницу токсина, влияние фагов на раз-
витие болезни не имеет большого значения. Опыты с использова-
нием фага для фаготерапии гусениц оказались безрезультатными.
При контакте с фагом часто образуются также фагоустойчивые
204
штаммы. Вместе с тем практика показывает, что пассирование
возбудителя через насекомое-хозяина для восстановления вирулент-
ности паразита связано с опасностью внесения фага в культуру.
Массовое разведение Bacillus thuringiensis. Основными требо-
ваниями при массовом разведении этой бактерии являются: не-
прерывность процесса, высокая продуктивность, воспроизводи-
мость результатов, максимальная рентабельность. Все прежние
работы Метальникова, Гуса и других авторов проводились с ма-
териалом, размножаемым на жидких или твердых средах, на кото-
рых бактерии развивались лишь в поверхностной пленке.
Последним препаратом того периода был уже упоминавшийся
«Спореин» лаборатории Либека в Париже, который в последний
раз использовал Жако в 1950 г. Штейнхауз в полевых опытах
[179] для размножения бактерий использовал агаровые среды, с
500 см2 поверхности которых он получил 0,2—0,3 г высушенных
спор и кристаллов. Переломным моментом явилась работа Лему-
аня и др. [129], которые использовали для культивации жидкую
среду старого типа, но аэрируемую на качалке. Для промышлен-
ного производства биопрепарата необходимы дешевые питатель-
ные среды, в которых пептон и чистые сахара заменены другими
источниками питания бактерий. В качестве примера перехода от
лабораторной ферментации к промышленному производству мож-
но привести технологический процесс, применяемый в Чехосло-
вакии при производстве «Батурина» [242—244].
А. Используемый штамм. Для ферментации использу-
ется отобранный штамм, с установленной эффективностью против
того основного вредителя, борьбу с
которым намечается вести с по-
мощью производимого биопрепара-
та. В Чехословакии с самого нача-
ла использовались изоляты отече-
ственного штамма 058. Последние
работы Хеймпела и др. показали,
что это самостоятельный штамм,
явно отличный от В. thuringiensis
Berliner.
Штамм 058 на МПА соответ-
ственно стабилен и образует ток-
сические кристаллы. Для полного
спорообразования можно использо-
вать некоторые из указанных в ли-
тературе сред, стимулирующих этот
процесс [247], или среды, состоящие
из 0,6% пептона, 0,4% гидролизата
казеина, 0,4% дрожжевого экст-
ракта, 0,15% мясного экстракта
Дифко;. 0,1% глюкозы и 2,5%
агара.
Рис. 6. Рост В. thuringiensis при
глубинном культивировании, выра-
женный: в граммах сухого веще-
ства на 1 л питательной среды
(4), содержанием экзотоксина в
% от общего выхода (Б) и спо-
руляцией с образованием кристал-
лов в % от числа клеток, образо-
вавших споры (В).
205
Рис. 7. Схема заводского производства Bacillus
thuringiensis.
Б. Хранение штамма. Материал длительное время хра-
нится в виде хорошо высушенных смывов, полностью образовав-
ших споры бактериальных культур или в виде культур, высушен-
ных лиофилизацией. Высушенные препараты сохраняются без по-
тери вирулентности не менее 10 лет.
В. Жидкие питательные среды. Для размножения ино-
кулята используются жидкие среды обычного состава (бульон).
С успехом можно использовать среду Лемуаня и др. [129], содер-
жащую 0,2% сахарозы, 0,75% пептона,. 0,68% КН2РО4 и 0,1%'
смеси микроэлементов.
Г. Разведение в растворе. Жидкая питательная среда
заливается в колбы на V4—Vs их объема и после стерилизации
инокулируется смывом 5—7-дневной культуры с косого агара,
где полностью закончилось спорообразование. Инокулированные
колбы помещают на качалку на 48 часов при температуре 28—
30° С и 105 оборотах в минуту. Через двое суток инокулят готов
для его переноса в емкости большего размера. Инокуляцию луч-
ше всего производить 2,5%-ным вегетативным инокулятом [244].
В инокуляционных резервуарах оседает 1 % инокулята (3 л на
300 л питательной среды). Для промышленного разведения ис-
пользуется среда, содержащая 2,5% сахарозы, 2,5—3,5% куку-
рузного экстракта и 0,68% КН2РО4 [247].
206
Материал из инокуляционного резервуара через 20—23 часа
ферментации при аэрировании (0,5 объема воздуха в минуту) и
при 200 оборотах качалки в минуту используется для инокуля-
ции среды в больших ферментерах, обычно на 3000—30 000 л
среды, из расчета 1 л инокулюма на 10 л среды.
Д. Процесс ферментации. В то время как в колбах на
качалке образование спор в культуре заканчивается через 2 дня,
а вспенивание через 30 часов, в ферментерах споры образуются
уже через 20 часов, а весь процесс ферментации заканчивается
через 54—59 часов [243].
Вспенивание происходит как в период образования спор, так
и при распаде клеток и освобождения из них кристаллов. Для пе-
ногашения добавляют соевое масло или силиконовые пеногаси-
тели, как, например, MSP (препарат чехословацкого про-
изводства).
Е. Отделение бактерий. Процесс спорообразования необ-
ходимо систематически контролировать путем взятия проб. По
окончании спорообразования разведение закончено. Для отделения
биомассы применяют различные методы. Экономичность этих ме-
тодов определяется, с одной стороны, размерами потерь биопро-
дукции, с другой — расходами на эту операцию. Лучшим мето-
дом является лиофилизация, однако она пригодна только при не-
большом объеме продукции. Другой хороший способ — сушка рас-
пылением через форсунки в струе нагретого воздуха, когда сушке
подвергается вся питательная среда с содержащимися в пей спо-
рами и кристаллами и конечным продуктом является тонкий
порошок. Разделение на центрифуге типа Sharpless с большим
числом оборотов (15 000 об/мин) дает довольно влажный концен-
трат, который можно высушивать в форсуночных или вакуумных
сушилках, а также путем лиофилизации.
Этим путем получают материал, содержащий в 1 г ЮхЮ10
спор.
Большие потери бывают при фильтрации через вспомогатель-
ные фильтрующие вещества, как, например, силикагель, каолин или
крахмал. На фильтрпрессах или на фильтрах типа Dorr-Oliver
получают максимально 30%-ный материал, причем потери с отхо-
дами составляют до 50%.
Ж. Выход продукции при ферментации. Выход про-
дукции из ферментеров через 48 часов составляет в среднем 0,5%
сухого препарата от объема ферментируемой жидкой среды, т. е.
1—1,4 кг из 200 л ферментируемой жидкости. Качество продукта
зависит от совершенства процесса отделения. Готовая бактериаль-
ная культура не должна оставляться на длительное время, так
как это приводит к потерям от автолиза.
При сушке в вакуумной сушилке температура не должна быть
слишком высокой, что приводит к перегреву биомассы в комоч-
ках. На распылительных сушилках можно работать при доста-
точно высоких температурах (150°С на выходе из распылителя),
207
так как высушиваемый материал охлаждается за счет испарения,
а в конце сушки не подвергается воздействию чрезмерных тем-
ператур.
3. Приготовление конечного продукта. Высушен-
ный и мелкоразмолотый препарат смешивается с 5% неионногенно-
го эмульгатора и применяется или как концентрат для тестов, или
для практического использования в виде аэрозоля, или же сме-
шивается с инертным наполнителем, таким, как .бентонит, тальк,
каолин или осажденный углекислый кальций, и при содержании
действующего вещества 1—3%' используется для опыливания.
Возможно введение в препарат других добавок, как, например,
разных эмульгаторов, казеина, латекса, лактальбумина и других
по усмотрению завода-производителя. Смешанный с инертными
наполнителями препарат при хранении в сухом месте хорошо со-
храняется и не теряет эффективности в течение нескольких лет.
Приготовление водных суспензий из концентратов и других форм
препарата должно производиться непосредственно перед их при-
менением.
Определение эффективности. Основой эффективности препа-
рата является стандартность качества концентрата. Для опреде-
ления (контроля) качества биопрепаратов неприменим химичес-
кий анализ, а основное значение имеет проверка эффективности
на насекомых.
Иногда определяют число спор в навеске препарата. Такая
оценка без особых трудностей возможна лишь в исключительных
случаях, так как при высушивании споры слипаются по 2—200
штук и более и их очень трудно отделить. Учесть количество спор
можно путем их посева на питательную среду после многократ-
ного, последовательного разведения образца в дистиллированной
воде, однако и в этом случае колонии бактерий вырастают как
из единичных спор, так и из групп спор.
При биологическом контроле необходимо использовать мето-
ды, которые были разработаны и применяются при биологической
оценке инсектицидов. В. thuringiensis для гусениц является ки-
шечным препаратом, и его следует вводить подопытным насеко-
мым с пищей. Количество поступившего в насекомое препарата
зависит от количества съеденной им пищи. Концентрат препарата
В. thuringiensis имеет грибной запах, на вкус он неприятно горь-
кий. Гусеницы в большинстве опытов отличали опыленные места
от неопыленных.
При контрольных испытаниях препарата для сравнения эффек-
тивности необходим эталон. Стандартный препарат для каждого
штамма приготавливают в лабораторном резервуаре и чистую
культуру или ее центрифугат после высушивания лиофилизацией
используют для сравнения как 100%-ный концентрат. Смешивая
этот концентрат с тальком, готовят 1, 3 и 5%-ные порошковидные
препараты, с которыми сравнивают контролируемые заводские
образцы из выпускаемых партий.
208
В качестве опыливающей аппаратуры используют аппараты,
обычно применяемые при испытании инсектицидов: колокола Лан-
га— Вельта [127] или колокола с распиливающими форсунками
Кемпбелла и Сюлливана [54,169]. В каждой серии испытаний конт-
ролируемых образцов должен участвовать и стандарт, т. е. пре-
парат такой же концентрации, изготовленный из лиофилизирован-
ного материала. Регулируя навеску порошка для опыливания,
можно под колоколами получать покрытие порошком, соответ-
ствующее дозам от 20 до 200 кг/га. Помимо названных, давно
известных аппаратов, сконструированы другие, более современ-
ные, как, например, аппарат Буржержона [48—50], который этот
автор использовал прежде всего для оценки эффективности В. thu-
ringiensis.
Биологические показатели, используемые разными авторами
при оценке эффективности биопрепаратов, различны, что очень
затруднябт сопоставление результатов.
Виды тест-насекомых для оценки препаратов еще не регла-
ментированы. Обычно используют виды, распространенные во
всем мире, чтобы легче было сопоставлять результаты.
Вредители запасов, как, например, Ephestia kuehniella, Plodia
inter punctella, а также гусеницы большой вощинной моли не очень
пригодны для этих целей. В Европе обычно используют для оцен-
ки разводимых искусственно гусениц капустной белянки. Удобны
для оценки также гусеницы тутового шелкопряда. В Америке ис-
пользовали гусениц капустной моли (Plutella maculipennis).
Шплиттштоссер и Мак-Ивен [174] использовали гусениц Trichoplu-
sia ni, непрерывно разводимых в лаборатории на агаровой среде
с добавлением растертых кормовых растений. Буржержон и Ям-
вриас добились сопоставимых результатов, используя для оценки
только что отродившихся гусениц Ephestia kuehniella. Считанное
число яиц они помещали в круглые кюветы на предметном стекле
на слой смеси муки и бактериального препарата, покрывающий
дно кюветы. Смертность гусеничек учитывалась под лупой через
определенные промежутки времени.
Виганд [269] при испытании «батурина» па гусеницах яблон-
ной моли (Hyponomeuta malinellus) получил кривые регрессии
эффективности в зависимости от размеров гусениц. Херфс и Криг
[122] оценивали эффективность препаратов Бактан Л-69, Биотрол
БТБ, Турицид WP и Биоспор 2802 на гусеницах белянки и на ком-
натной мухе и подчеркнули большое влияние на эффективность
конечной формы препарата, главным образом добавок, повышаю-
щих устойчивость суспензий и их удерживаемость на растениях.
Взаимодействие В. thuringiensis с другими токсическими веще-
ствами. Наиболее обычным взаимодействием препаратов В. thu-
ringiensis является их синергизм с сублетальными дозами инсек-
тицидов. Контактные инсектициды значительно повышают эффек-
тивность бактериального препарата. Примером могут служить
данные Петрухиной [167], изучавшей действие энтобактерина
14 Я. Вейзер
209
(штамм galleriae) на гусениц яблонной моли. Как видно из дан-
ных таблицы 8, добавление к энтобактерину 0,002% ДДТ 1 повы-
сило эффективность бактериального препарата в 10 раз.
Таблица 8
Синергическое действие ДДТ и энтобактерина на гусениц яблонной моли
3-го возраста [167]
Концентрация энтобактерина, % ДДТ, % Смертность, % Концентрация энтобактерина, % ДДТ. % Смертность, %
0,10 — 6,7 i — 0,002 0,5
0,25 — 7,6 0,10 0,002 56,0
0,50 — 87,7 0,25 0,002 90,7
1,00 — 92,2 0,50 0,002 98,6
2,00 — 98,3 1,00 0,002 100.0
5,00 — 100,0 — Контроль 0,4
Подобно ДДТ синергическое действие с бактериальным препа-
ратом оказывают и другие инсектициды. В тех случаях, когда на
посевах защищаемых культур еще продолжается последействие
ранее проведенных обработок инсектицидом, применение бакте-
риального препарата может дать неожиданно высокий эффект
благодаря синергическому действию инсектицида. Вместе с тем
следует указать, что некоторые авторы (Виганд) не установили
заметного синергического действия инсектицидов на бактериаль-
ный препарат.
Другие болезни насекомых подобно инсектицидам также спо-
собствуют более быстрому развитию болезни, вызываемой В. thu-
ringiensis, и повышают эффективность этого микроорганизма.
В природных условиях при массовой гибели гусениц Plusia gam-
ma в 1958 г. в районе Собеслава в Чехословакии была уста-
новлена смешанная инфекция В. thuringiensis и Tarichiutn
gamtnae. Больные гусеницы погибали и оставались висеть, при-
крепившись задней парой ног на растениях льна. Какой из этих
двух возбудителей был главным, а какой дополнительным, уста-
новлено не было. Аналогичный случай сопутствующей болезни,
вызываемой эитомофторовыми грибами, наблюдался при приме-
нении бактерий против Cacoecia crataegana Hbn. [124]. В этом слу-
чае болезнь, вызванная грибным возбудителем, была вторичным
явлением, а гибель гусениц была обусловлена применением бак-
териального препарата.
Патогенность В. thuringiensis для насекомых. В течение пос-
ледних лет споры В. thuringiensis были испытаны против боль-
шого числа вредителей. Установлено, что эта бактерия патогенна
1 Применение ДДТ в СССР повсеместно запрещено.
210
Рис. 8. Смертность гусениц златогузки
в 3-м возрасте от вирулентного штам-
ма В. thuringiensis и от штамма без
включений:
а — чистые включения нормального штамма;
б—включения из нормального штамма и
споры формы, не образующей кристаллов;
в — нормальный штамм, споры и токсин;
г — спорулировавшая. не дающая кристаллов
форма [242].
для гусениц бабочек, восприим-
чивых к действию возбудителя
болезни и образуемого им ток-
сина, в то же время виды из
других групп насекомых реаги-
руют на эту инфекцию лишь в
редких случаях, в большинстве
на неспецифические экзотоксины.
В некоторых публикациях [119,
162] обобщены результаты этих
опытов. Ниже мы приводим лишь перечень видов насекомых,
восприимчивых к В. thuringiensis, чтобы дать общее представле-
ние о возможностях применения этого возбудителя.
Tortricidae: Tortrix viridana L., T. loefflingiana L„ Amorbia es-
sigana Buschk., Carpocapsa pomonella L., Eventria buoliana
Schiff., Choristoneura murinana Ilbn., Ch. fumiferana Clem., Ch.
crataegana Hbn., Eucosma griseana Ilbn., Platyptilia carduidactyla
Riley.
Pyralidae: Pyrausta nubilalis Hbn., Hyponomeuta malinellus
Zell., H. padellus Hbn., Tineola biselliella L.
Notodontidae: Datana ministra Drury, D. integerrima G. et R.
Thaumetopoeidae: Thaumetopoea processionea L., T. pityocampa
Schiff.
Saturniidae: Antherea pernyi Gufer.
Bombycidae: Bombyx mori L.
Lasiocampidae: Eriogaster lanestris L., Malacosoma pluviale
Dyar., M. disstria Hbn., M. americanum Fabr., M. neustria L., Gas-
tropacha quercifolia L., Dendrolimus pini L., D. sibiricus Tschet.
Lymantriidae: Dasychira pudibunda L., Euproctis chrysorrhoea L.,
E. phaeorrhoea L., Leucoma salicis L., Lymantria monacha
Schiff.
Phalaenidae: Heliothis obsoleta F., H. zeae Bodd., Peridroma
tnargaritosa Haw., Prodaenia praefica Grote, Cerapteryx graminis
L., Trichoplusia ni Hbn.
Arctiidae: Arctia caja L., Hyphantria cunea Drury, Anisota ru-
bicunda F., Diacrisia virginica, Estigmene acrea Drury.
Geometridae: Operophthera brumata L., Sabulodes caberata Gu-
en., Hibernia defoliaria L., Himera- pennaria L., Erannia tiliaria
Haw.
14*
211
Sphingidae: Protoparce quinquemaculata Johan., P. sexta Haw.,
Sphinx ligustri L.
Nymphalidae: Junonia coenia Hbn., Euphydrias chalcedona D. et
H., Nymphalis antiopa L., Aglais nrticae L.
Papilionidae: Papilio philenor L.
Pieridae: Pieris brassicae L. P. rapae L., P., napi L., Aporia cra-
taegi L., Colias lesbia Fabr., Colias philodice Boisd.
Против гусениц некоторых видов бабочек, приведенных в этом
списке, для получения желаемого эффекта необходимо проводить
опыливание 3—5%-ным порошковидным препаратом (Lymantri-
idae, Phalaenidae). Многие европейские виды совок, в особенности
гусеницы совки-гаммы, озимой и капустной совки, устойчивы к
В. thuringiensis в нормальных дозировках. Как уже упоминалось,
на эти виды действует главным образом термостабильный экзо-
токсин.
В работах многих авторов часто утверждается, что организм
определенных видов насекомых преодолевает болезнь, несмотря на
нормальное его заражение.
Летальные дозы для восприимчивых видов насекомых колеб-
лются от 103 до 104 спор и кристаллических включений. Для ме-
нее восприимчивых видов эта доза достигает 2Х106 спор на од-
ну гусеницу. Следует отметить, что такая доза уже граничит с
токсичной для пчел.
Леконт и Мартуре установили, что высокие дозировки
В. thuringiensis вызывают гибель пчел, а Криг и Херфс [121]
нашли, что доза ЗХ106 спор и кристаллов приводила к 100%-ной
гибели пчел в опыте.
При расходе 25 кг/’га 1%-ного препарата на 1 см2 приходится
только пятая часть дозы токсической для пчел. Поэтому при при-
менении бактериального препарата необходимо считаться с этой
опасностью и применять штаммы непатогенные для пчел, а также
не проводить опыливания растений в период цветения; в против-
ном случае в собранных пчелами нектаре и пыльце может ока-
заться высокая концентрация спор и кристаллов, губительная для
пчелиной детки.
Патогенность В. thuringiensis для других организмов. Внедре-
нию в практику препаратов В. thuringiensis предшествовали мно-
гочисленные опыты на .теплокровных животных. Как показали
исследования Штейнхауза [172] и Лемуаня и др. [129], скармли-
вание кроликам частей растений, обработанных биопрепаратом,
не оказывало на них вредного действия. Скармливание мышам
спор и кристаллов даже в количестве 10% от их живого веса
(60Х1010 спор па одну мышь) не вызывало у подопытных живот-
ных каких-либо признаков заболевания [260]. Скармливание высо-
ких доз спор крысам, поросятам, уткам, курам и рыбам не вызы-
вало каких-либо признаков болезни или изменений в развитии
и яйценоскости. Подкожные и интраперитональные инъекции
спор морским свинкам, кроликам и мышам не имели патологиче-
212
ских последствий [69, 179]. Потребление с пищей спор и кристал-
лов В. thuringiensis людьми не оказывало какого-либо патогенно-
го действия при ежедневном потреблении на одного человека спор
и кристаллов в количестве 109—1010. В другом опыте 18 человек
принимали в течение 5 дней по ЗХ109 спор и ни один не испыты-
вал недомоганий [69]. Безвредной оказалась также и ингаляция
человеком этого бактериального препарата.
Для растений В. thuringiensis совершенно безвреден как в чи-
стом виде, так и в смеси с инсектицидами. Смешивание В. thu-
ringiensis с инертными препаратами вполне возможно, так как
они не снижают эффективности действия спор и кристаллов на
насекомых.
Препараты, содержащие В. thuringiensis, разрешены для опы-
ливания и опрыскивания против вредителей овощных и плодовых
культур в Чехословакии, Болгарии, Польше, СССР, ГДР, ФРГ,
Франции, Голландии, Канаде и США.
Применение В. thuringiensis против вредителей. Вырабатыва-
емые промышленностью препараты, содержащие В. thuringiensis,
применяются на практике лишь против некоторых видов вреди-
телей из числа указанных в списке восприимчивых к этой бакте-
рии видов бабочек. Историю практического применения В. thu-
ringiensis можно разделить на два периода.
К первому периоду относятся наблюдения, проведенные Бер-
линером, затем попытки Маттеса [149] использовать этого возбу-
дителя в борьбе с Ephestia kuehniella, которые, однако, не дали
желаемых результатов. В этот же период Метальников и Шорин
[155] добились вполне очевидных положительных результатов,
применяя бактерию против стеблевого мотылька (смертность до
90%), но на небольших площадях. Концом первого периода мож-
но считать работы Джекобса [109], который, обрабатывая биопре-
паратом муку в складах, получил хорошие результаты. Второй
период начался опытами Штейнхауза [179], успешно применяв-
шего В. thuringiensis против Colias philodice eurytheme; усилиями
этого автора бактериальные препараты на основе В. thuringiensis
стали внедряться в практику борьбы с вредителями.
В повторных опытах с вредителем кукурузы Мак-Коппелл и
Каткомп [150] получили менее хороший результат, чем Металь-
ников,— снижение численности гусениц стеблевого мотылька толь-
ко на 50%. Василевич в 1950 г., опрыскивавший 0,2%-ной сус-
пензией бактерий штамма anduze, добился снижения численно-
сти гусениц на 85%. В опытах по уничтожению гусениц дубовой
листовертки (Tortrix viridana) Буржержов и Клингер [52] отмети-
ли лучший результат при опыливании в фазу распускания почек,
в то время как опыливание в более ранней фазе — формирова-
ния почек — было менее эффективным.
В опытах Крига, а также Тадича и Василевича [208] с яблон-
ной плодожоркой гусеницы не пострадали от препарата при опы-
ливании. Филлипс, Бухер и Стефенс, использовавшие против того
213
же вредителя препарат из собственного изолята, при концентра-
ции спор 3.5Х109 в 1 см3 сократили численность диапаузирующих
гусениц до 39,4% при 48,8%' в контроле. Опыливание бактериаль-
ным препаратом стволов деревьев снизило численность перезимо-
вавших гусениц плодожорки на 30%'. Эти результаты для скрыто-
живущего вредителя нельзя признать обнадеживающими. Жак
[ПО], применяя биопрепарат Агритрол в концентрации 2,5 г на
1 л воды (17Х1010 спор), получил удовлетворительные результа-
ты в снижении численности гусениц Operophthera brumata L„ Al-
sophilia pometaria Harris и Malacosoma atnericanum Hbn. Чапек
и Гешкова [56] в 1959 г., опыливая гусениц 4-го возраста Chori-
stoneura murinana Hbn. 1 %'-ным порошковидным препаратом ба-
турин, добились 99%-ной смертности вредителя, а при обработке на-
саждений ели моторным опыливателем смертность гусениц соста-
вила 91%. При авиационном опрыскивании масляной суспензией
другого бактериального препарата результаты оказались отрица-
тельными. Тепли и Матер [219], применяя 1%-ную водную сус-
пензию батурина, установили 99,7% -ную смертность гусениц Рго-
phantis smaragdina Butler на деревьях какао. При этом препарат
никак не влиял на вкусовые и ароматические свойства какао. Та-
нада в 1960 (Г. установил, что гусеницы Platyptilia carduidactyla
Riley, вредящие артишоку, восприимчивы к В. thuringiensis в
первом возрасте и в это время их можно успешно уничтожать,
опыливая или опрыскивая бактериальным препаратом.
Яблонная моль — Н. malinellus стала обычным объектом для
опытов. Гюнтер [80] успешно уничтожал гусениц этой моли, при-
меняя препарат, полученный из собственного штамма, размно-
женного в алюминиевом ферментере. Виганд [269], применяя бату-
рин против Hyponomeuta malinellus Zell, и Н. padellus Hbn., по-
лучил очень хорошие результаты, так же как Петрухина [167] и
многие другие авторы. Гризон и Бегэн [79] с успехом испытыва-
ли штамм anduze против гусениц Thaumetopoea processionea, а
применяя суспензию, содержавшую 25хЮ7 спор' и более высокую
концентрацию, добивались 92%-ной смертности гусениц Th. pytio-
сатра. Данных о применении В. thuringiensis против непарного
шелкопряда в литературе приведено относительно мало. Кенту-
элл и др. в 1961 г. получили хорошие результаты, применяя
В. thuringiensis путем авиаобработки молодых дубовых лесов про-
тив гусениц 2-го и 3-го возраста. Препарат, содержавший в 1 см3
7Х108 спор, обеспечивал 100%-ную гибель гусениц через 5 дней
после опрыскивания при расходе около 10 л/га. По нашим дан-
ным, гусеницы златогузки погибают в течение недели после опы-
ливания 1%-ным дустом батурина. Талалаев [209] успешно при-
менял штамм dendrolimus против гусениц сибирского шелкопря-
да (Dendrolimus sibiricus) в тайге. Эффективным было опылива-
ние дустом, содержащим 3,5хЮ9 спор при расходе 10—15 кг пре-
парата на 1 га. Смертность гусениц при этом достигала 65—
97%. Холл [81] применял разведенные в лаборатории споры
214
В. thuringiensis против гусениц совки Crambus bonifatellus на
газонах. На опытных делянках размером 83 м2, используя сус-
пензию с концентрацией спор 37Х1010, он получил удовлетвори-
тельные результаты. Многие авторы, изучавшие этого возбудите-
ля, указывают на трудности его использования против гусениц
совки Trichoplusia ni Hbn., поскольку результаты в значительной
мере зависели от примененного штамма бактерии [83, 84]. Кле-
мент [113], а позднее и Василевич [250] указывали, что гусе-
ницы американской белой бабочки восприимчивы к В. thuringien-
sis. Отрицательный результат в опытах Вейзера и Вебера [261] с
этим вредителем объясняется тем, что использованный ими штамм
не образовывал токсина. Батурин в виде 0,5—20%-ной суспензии
и препарат «бактоспеин» в той же концентрации вызывали ги-
бель гусениц в течение 3—4 дней после применения. Фанкхенель
[68], применяя батурин против сосновой пяденицы (Bupalus pini-
arius L.), установил через три дня гибель 62% гусениц, а через
7 дней — 81%. Он использовал для обработки деревьев аэрозоль
1%'-ного раствора препарата (концентрация спор ЗхЮ9). Одно-
временное применение энтобактерина-3 в такой же концентра-
ции через 7 дней приводило к гибели только 21%' гусениц, что
объясняется не только разными свойствами исходных штаммов,
но и тем, что энтобактерин это всего 30%-ный концентрат. Хо-
рошие результаты были получены при использовании В. thuringi-
ensis против бражников Protoparce sexta на табаке в США.
Наилучший эффект В. thuringiensis постоянно дает в борьбе
с гусеницами белянки. После Штейнхауза [179], успешно приме-
нившего бактериальный препарат против люцерновой желтушки,
десятки авторов занимались изучением патогенности этой бакте-
рии на гусеницах репной белянки [72, 216], капустной белянки [129,
227] и на гусеницах других видов. Установлено, что против этих
видов В. thuringiensis — очень эффективное средство. Для практи-
ческого применения используется 5%-ный дуст или водная сус-
пензия при расходе 50 кг/га. Гусеницы погибают через 6 дней по-
сле обработки, но еще раньше перестают питаться.
Следует иметь в виду, что здесь приведены лишь отдельные
примеры применения бактериального препарата, а не полный их
перечень. Сопоставление эффективности В. thuringiensis с кон-
тактными инсектицидами всегда не в его пользу, за исключением
тех случаев, когда в природе образовалась устойчивая к инсек-
тицидам популяция вредителя. Преимущество бактериального
препарата заключается в том, что в почве и на растениях не ос-
тается токсических веществ, которые могли бы переходить в про-
дукты, потребляемые человеком. Бактериальный препарат обла-
дает выраженным избирательным действием, но как только будет
создан более широкий набор штаммов, эффективный против мно-
гих опасных вредителей, можно будет организовать производство
нужных препаратов, выбирая и комбинируя для практического
применения против того или иного вредителя соответствующие
215
штаммы-продуценты. Целесообразно также, чтобы типы штаммов-
продуцентов, применяемых в промышленности, указывались на
этикетке препарата, так как это позволит установить наиболее
рациональные комбинации штаммов-продуцентов для конкретных
условий и в последующем применять наиболее эффективные пре-
параты. Необходимо также, чтобы потребители биопрепаратов
учитывали, что имеют дело не с инсектицидом, т. е. не с химика-
том, а с живым организмом, которому присущи многие свойства
живого, в том числе и способность погибать.
Таблица 9
Перечень препаратов, производимых промышленностью на основе
В. thuringiensis
Название Производитель Концентрация
количес। во спор в 1 г Концентрация действующего вещества, %
Агритол США, Merck 60—70x19» 20-25
Бактоспеин Франция, Pechiney Progil R. Bellon 1000 биоеди- ннц 20-25
Бактан Л-69 США, Roen and Haas 25 и 75x10» 10-30
Турицид США, Staufer, Bioferm 5 и 50x10» 1-20
Ларватрол США, Nutrilite 5-150x10» 1,5—50
Батурин ЧССР, Хемапол З-ЗООхЮ» 1—100
Депдробацилин СССР, завод бактери- альных препаратов 5-5Х1О» 1-1,5
Энтобактерин-З Биоспор СССР, завод бактери- альных препаратов ФРГ, Hochst 50—90x10» 20-30
Таблица 10
Эффективность разных препаратов против гусениц 3-го возраста капустной
белянки при одинаковом разведении (10е спор в г) и с расходом 50 кг препарата
на 1 га [245]
Название Страна Смертность (%) Штамм
па 4-й лень на 7-Й день
Бактан Л-69 США 100 100 thuringiensis
Агритол США 100 100 thuringiensis
Батурин ЧССР 100 100 thuringiensis
Турнцид Stauf. США 70 100 thuringiensis
Турицнд Biol. США 30 80 thuringiensis
Энтобактернн СССР 80 80 galleriae
Бактоспенн Франция 60 80 alesti
Нутрнилнт США 40 70 thuringiensis
216
Обработка полей, насаждений и лесов инсектицидами и бакте-
риальными препаратами приводит к гибели не только вредителя,
против которого она проведена, но также и других видов насеко-
мых, в том числе и энтомофагов. Фанкхенель [68] изучал этот во-
прос, применяя батурин для обработки дубрав, и пришел к вы-
воду, что использование бактерий и бактериальных препаратов,
сенсибилизированных сублетальными дозами инсектицидов, позво-
ляет сохранить большую часть энтомофагов, которые поражают
оставшуюся после обработки численно уменьшившуюся часть по-
пуляции вредителя. Это намного повышает ценность биопрепа-
ратов.
ГРУППА BACILLUS POPILLIAE DUTKY
Помимо бактерий группы В. thuringiensis, в насекомых разви-
ваются бактерии из другой группы облигатных возбудителей бо-
лезней, которые также образуют споры и включения, напоминаю-
щие кристаллы В. thuringiensis. Это группа Bacillus popilliae Du-
tky [59]. Бактерия описана как возбудитель так называемой
молочной болезни (A-milky disease) личинок японского жука (Popil-
lia japonica Newm.) в США. В спорангиях этой бактерии (кото-
рые пе распадаются после образования споры), помимо спор, на-
ходятся также тельца, кристаллическую форму которых трудно
определить, так как они затемнены остатками плазмы. Весь спо-
рангий под микроскопом по форме напоминает след от ботинка,
причем его «каблучную» часть образуют белковые включения.
После первичного обнаружения этого возбудителя часто нахо-
дили в личинках японского жука и в личинках других пластинча-
тоусых жуков в Америке. Позднее Дамблетон [57] обнаружил у
личинок новозеландского жука Odontria sp. подобное же забо-
левание, возбудитель которого отличался только параспоральны-
ми тельцами, имеющими сферическую форму. Аналогичный В. po-
pilliae вид бактерии, обнаруженный в Европе, был описан как
Bacillus fribourgensis Wille [271]. Все три упомянутые бактерии в
настоящее время отнесены к виду В. popilliae Dutky как особые
штаммы. Однако возбудитель так называемой В-молочпой болез-
ни, В. lentimorbus Dutky, не образующий параспоральпые тельца,
относится к другой, самостоятельной группе, хотя по своему дей-
ствию на насекомых и общей картине болезни очень сходен с пре-
дыдущим.
Исследования молочной болезни «А» японского жука были свя-
заны с мероприятиями по ликвидации этого вредителя, завезен-
ного в США во время первой мировой войны из Японии и в пер-
вые годы после появления размножавшегося в такой массе, что
численность личинок на луговых почвах достигала 1000—3000осо-
бей на 1 м2.
Интенсивное изучение болезней этого вредителя наряду с дан-
ными о его паразитических нематодах и рнккетсиозах дало так-
217
Рис. 9. Смертность гусениц
златогузки в 3-м возрасте пос-
же ценные сведения об обоих бакте-
риальных заболеваниях. Пропаганда
и внедрение биологических средств
борьбы наряду с проведением об-
работок ядохимикатами обеспечили
снижение численности жука в такой
мере, что во всех зараженных вре-
дителем областях даже без приме-
нения инсектицидов плотность попу-
ляции остается на уровне Vs и да-
же Vis от первоначальной.
Единственным фактором, кото-
рый сдерживает массовое размноже-
ние этого вредителя, являются его
болезни и паразиты [22]. На этот
результат, безусловно, существенно
ле скармливания им:
а ~-7-дневной культуры В. thurin-
giensis; б — 48-часовой культуры;
в — 16-часовой культуры; г — 8-
ч а со вой культуры [242]
повлияло широкое распространение
бактерии в 12 штатах США, рассе-
ленной более чем в 90 000 очагов
вредителя с общей площадью
29 000 га. Этот пример в известной
мере демонстрирует возможности использования возбудителей
болезней в других географических районах против подобных вре-
дителей.
Симптомы болезни, вызываемой Bacillus popilliae. Болезнь
обычно известна как молочная болезнь личинок (A-milky disease,
maladie laiteuse). Такое название дано потому, что больные ли-
чинки обычно становятся мутно-белыми; это особенно заметно на
спинке личинок и па их последних брюшных сегментах, где обыч-
но просвечивают содержащиеся в задней части кишечника экскре-
менты и участки жирового тела. Молочное помутнение распрост-
раняется на все части тела личинки и в том числе на ноги. Если
обрезать последний членик ноги зараженной личинки, из раны
выступит мутно-молочная капля гемолимфы, содержащей огром-
ное количество бактерий. У здоровых личинок гемолимфа чистая,
прозрачная. Гемолимфа здоровой личинки быстро коагулирует и
темнеет, гемолимфа же больной личинки не темнеет, а остается на
стекле в виде серой или белой массы. Некоторые штаммы В. po-
pilliae не вызывают заметного побеления личинок даже при боль-
шом количестве спор.
Зараженные личинки очень долго живут и питаются; особенно
долго больные личинки живут в холодный период года, когда они
обычно малоактивны. Гибель личинок, как правило, происходит
перед линьками и перед окукливанием. Зарегистрированы также
случаи заболевания взрослых жуков.
Морфология бактерии. Начальная стадия болезни характери-
зуется тем, что в гемолимфе личинок плавает большое количе-
ство тонких палочек размером 0,9—1,0X5—8 мк. Палочки рас-
218
Дни
Рис. 10. Влияние содержания В. thu-
ringiensis в порошковидном препарате
на смертность гусениц американской бе-
лой бабочки в 3-м возрасте:
а —1%-ный препарат; 6 — 0.5%-ный; е —
0.1%-ный; г— 0.01%-ный препарат.
Рнс. 11. Смертность гусениц аме-
риканской белой бабочки после
опыливания деревьев 1%-ным пре-
паратом В. thuringiensis: '
а — гусеницы 1-го возраста; б—гусе-
ницы 4-го возраста.
положены поодиночке или к коротких цепочках, чаще всего по
две. После длительного вегетативного развития палочка расши-
ряется посредине, принимая ладьевидную форму, и в ней образу-
ется спора размером 0,9—1,3X1,8—2,2 мк, широкояйцевидной
формы, сильно преломляющая свет и трудно окрашиваемая. Пос-
ле этого в одном конце спорангия образуется еще одно тельце,
которое под микроскопом выглядит как усеченный конус, сидя-
щий основанием на вершине споры. Размер этого образования
около 0,7—0,8X0,5—ОД мк. Противоположный конец спорангия
остается пустым. С образованием споры ее развитие в теле хозя-
ина закончено. Созревшие спорангии можно окрашивать лишь ме-
тодами, применяемыми для окраски спор, причем параспоральные
тельца окрашиваются так же трудно или еще труднее, чем споры.
Как показали исследования Ваго и Делаэй [240], параспоральное
тельце представляет гомогенное образование без какой-либо струк-
туры, на срезах часто со сторонами, ограниченными ровными гра-
нями. Авторы полагают, что это, по-видимому, кристалл, вероятно,
ромбоэдр. Тельце не имеет собственной оболочки, но оно вме-
сте со спорой покрыто сгущенным содержимым спорангия и рас-
положено у его стенки. По-видимому, наличие такой многослой-
ной, закрывающей спору и тельце оболочки из стенок спорангия и
затрудняет окрашивание его внутреннего содержимого. Ваго и
Делаэй удалось путем 30-минутной обработки 0,05 в. раствором
NaOH при сильном встряхивании растворить параспоральное
тельце, после чего остались спора и остатки оболочки спорангия.
Отделить тельце от споры (не растворяя его) пока не удава-
219
лось. По свойству растворяться в щелочах «кристаллы», образуе-
мые В. popilliae, и кристаллы В. thuringiensis сходны.
Выделение и культивирование бактерии. Для выделения чис-
той культуры используют гемолимфу больных насекомых. Предва-
рительно поверхностные части личинок стерилизуют 0,5%-ным
раствором хлорного натрия (3 раза по 15 минут), встряхивая их
в колбе, с последующей промывкой в дистиллированной воде.
Затем фильтровальной бумагой с личинки удаляют оставшуюся
воду и прокалывают ее иглой. Вытекающую гемолимфу собира-
ют стерильным тампоном и наносят на поверхность агара. При ра-
боте со спорами бактерии каплю гемолимфы наносят на предмет-
ное стекло, дают ей растечься по стеклу и после высыхания, до
посева спор на среду, пастеризуют инокулюм при 75° С в течение
15 минут.
Датки [59] сообщал, что он культивировал В. popilliae на кро-
вяном агаре. По-видимому, это ошибка, потому что позднее такой
прием повторить не удалось. Многолетние исследования показали,
что В. popilliae не растет на нормальных бактериологических пи-
тательных средах, а также на органах личинок или вытяжках
из них.
Дни
Рис. 12. Смертность гусениц
яблонной плодожорки от опы-
ливания 1%-ным препаратом
В. thuringiensis из расчета
25 кг/га. Вертикальная линия
показывает начало ухода гу-
сениц на зимовку.
Штейнкрауз [195, 196] составил среду, на которой у него росла
вегетативная стадия этой бактерии. Состав среды следующий:
1.% триптона, 0,6% дрожжевого экстракта, 0,3% К2НРО4, 0,6%
активированного угля, 0,1% глюкозы, 0,1 % фруктозы, 0,1% маль-
тозы, 0,1%' сахарозы, 0,1 % салицила, 1% растворимого крахма-
ла и 1,5% агара. Среда стерилизуется при 120° С в течение 20 ми-
нут. На этой среде развивается только
вегетативная стадия бактерии. Темпе-
ратурный оптимум для нее равен 32° С,
в этих условиях рост заметен через
4 дня. Инъекция культуры возбудите-
ля в гемолимфу насекомых приводит
к образованию спор в палочках и к
развитию болезни. Споруляции бакте-
рий Штейнкрауз добился на другой
среде, составленной из 0,1 %
(NH4)2HPO4, 0,02%' MgSO4, 0,02%
дрожжевого экстракта, 0,3% активи-
рованного угля, 1% растворимого
крахмала и 1,5% агара. В ряде слу-
чаев, чтобы вызвать спорообразование,
достаточно было соскоблить с поверх-
ности первой среды вегетативные коло-
нии.
С увеличением числа пассажей за-
держивается и развитие болезни у хо-
зяина. При пересевах бактерии с одной
культуры на другую удавалось произ-
220
Рис. 13. Сравнительное действие инсектицидов
и препарата батурин па насекомых дубравы,
пораженной Tortrix viridana. Количество гу-
сениц и других насекомых, упавших на под-
стеленное полотно (заштрихованная часть
столбиков — гусеницы дубовой листовертки,
зачерненная часть — энтомофаги, светлая
часть — прочие насекомые) при опыливании:
а— 3%-иым ДДТ; б — 0,05%-иым ДДТ; в — ба-
турииом (0,25% I+0,05%-ным ДДТ; г — батурииом
(1 %) +0,05%-ным ДДТ; д — батурииом (0,25°/о);
е — батурииом (1%).
вести до 120 переносов. Через 5—9 дней после заражения личин-
ки в ней появляются споры бактерии. В жидкой питательной сре-
де вегетативные палочки не образуют спор даже после центри-
фугирования и переноса биомассы на твердую среду. Свежая
гемолимфа со спорами дает менее четкие результаты при зараже-
нии, чем споры, некоторое время хранившиеся при 1° С, или спо-
ры, содержавшиеся в сухих мазках на предметном стекле. Веге-
тативные бактериальные клетки способны использовать глюкозу,
фруктозу и мальтозу. Сахароза необходима при спорообразова-
нии. Бактерии растут аэробно, хотя исходные питательные среды
[198] были приготовлены для анаэробного культивирования.
Размножение и консервирование спор. В связи с отсутствием
методов массового разведения этой бактерии на искусственных пи-
тательных средах для их размножения применяется заражение
личинок жука путем инъекций. Датки [62] разработал и запатен-
товал метод разведения В. popilliae на личинках японского жука:
в полость тела личинок жука специальным микрошприцем вводят
0,03 см3 водной суспензии культуры возбудителя, содержащей
ЗХЮ6 спор. Инъекция делается со спинной стороны личинки, ме-
жду вторым и третьим задними брюшными сегментами. Заражен-
ных личинок помещают в ящики с несколькими отделениями (ка-
мерами) и засыпают почвой. У зараженных особей в гемолимфе
сначала исчезают споры, затем через 30 часов появляются веге-
тативные стадии бактерии, а число спор вдвое уменьшается.
Максимальное размножение наблюдается через 48 часов, а че-
рез трое суток появляются первые вздувшиеся клетки — споран-
гии. Полная споруляция заканчивается через 13—16 дней. В одной
зараженной личинке через 3 недели может размножиться
5Х108 и даже 2Х1010 спор. Инокулюм возбудителя сохраняют в
виде сухих мазков гемолимфы больных личинок на предметных
стеклах (после предварительной стерилизации их хлорным натри-
ем). Биоматериал, полученный в результате заражения личинок,
хранят в склянках в холодильнике. Для приготовления биопрепа-
рата личинок промывают, пропускают через мясорубку и залива-
221
ют водой, в которой тщательно размешивают частицы мацериро-
ванных тканей, с тем чтобы освободить из них максимальное ко-
личество спор. Затем все частицы тканей отделяют простым про-
цеживанием и центрифугируют; полученную мутную жидкость
разводят водой до концентрации, необходимой для перемешива-
ния с порошковидным наполнителем — углекислым кальцием. Ко-
нечный порошковидный продукт должен содержать 10Х1010спор
в 1 г. Полностью высушенный препарат сохраняет эффективность
даже после 5 лет хранения. Вместе с тем, как установил Берд
[19], свежие споры в 6 раз вирулентнее, чем споры, хранившиеся
2 года. Бактерии, которых сохраняют в сухих мазках гемолимфы
на предметных стеклах, используют для заражения личинок при
размножении биоматериала.
Суспензию-инокулюм готовят путем размачивания сухих маз-
ков, последующего их смыва водой и пастеризации полученной
жидкости при 80° С в течение 10 минут или при 75° С в течение
одного часа. Для инъекций применяется суспензия, содержащая
1О10 спор в 1 см3.
Штаммы Bacillus popilliae. Штамм popilliae Dutky был пер-
воначально выделен из личинок японского жука Popillia japonica,
но он паразитирует также в таких видах пластинчатоусых насеко-
мых, как Anomala orientalis Waterh., Autoserica castanea Arr.,
Strigoderma pygrnea F. и Amphimallon majalis Raz. В числе дру-
гих хозяев искусственным заражением в лабораторных условиях
установлены Strigoderma arboricola F., Phyllophaga bipartita
Horn., P. fusca Frohl., P. epilida Say, P. rugosa Melsh. [61]. Берд
[21] в качестве хозяев указывает также Aphodius howitti Hope,
Heteronychus sanctae-helenae Blanch, и Sericeslhis pruinosa Dalm.
Уайт заражал этой бактерией Cyclocephala inimaculata
Oliver и C. borealis Arr. Из европейских видов следует ука-
зать Melolontha melolontha, Cetonia aurata L. и Oryctes
nasicornis L. Возможность заражения этой бактерией евро-
пейских видов насекомых была доказана после длительных опы-
тов Юрпэна [101].
Описываемый штамм в природных условиях имеет несколько
форм, неодинаково активных по отношению к разным видам вре-
дителей по способности образовывать споры в хозяине и в культу-
ре, по требованиям к теплу. Заметны также и морфологические
различия — отклонения в размерах параспоральных телец [195,
196]. Формы этого штамма различаются также по проценту спо-
рулирующих вегетативных палочек; у некоторых форм после инъ-
екции в теле хозяина образует споры только 50% палочек, а у
других форм — 75%. Различаются формы и по скорости развития
болезни и по быстроте появления ее симптомов после инъекции
[222]. На искусственных питательных средах после первого пас-
сажа образование спор наблюдалось только у 7 из 27 изолятов.
При дальнейших пассажах этот показатель не возрастал. Изуче-
ние свойств американского штамма В. popilliae сильно затрудне-
222
но тем, что его трудно культивировать на искусственных средах,
а палочки бактерий, получаемые из личинок в результате инъек-
ций, не соответствуют определенному штамму или определенной
его форме; исследователь всегда имеет дело с диссоциирован-
ной смесью.
Штамм new Zealand Dumbleton [57] известен в природе только
для одного хозяина — личинок Odontria zealandica White. По дан-
ным Датки (цитируется по [57]), этот штамм отличается от ранее
описанного американского тем, что у новозеландского штамма па-
распоральные тельца сферической формы, а у американского по-
лусферической или имеют форму усеченного конуса [240]. Это раз-
личие само по себе, конечно, недостаточно для определения
штамма, если к тому же учесть безрезультатность инъекций кон-
центрированных доз Popillia japonica и Phyllophaga hirticula.
Внешние симптомы болезни, вызываемой новозеландским штам-
мом, одинаковы с симптомами молочной болезни, вызываемой
американским штаммом. Зараженные особи растут медленнее.
Отношение ширины головной капсулы больных и здоровых личи-
нок равно 69 : 95. Молочное побеление зараженных личинок появ-
ляется лишь через 52 дня после инъекции возбудителя. В природ-
ных условиях болезнь поражала около 30% личинок.
Штамм fribourgensis Wille [271] первоначально был описан
как самостоятельный вид. Возбудитель был
Melolontha melolontha L. [100, 119], из ли-
чинок Melolontha hippocastani L. [256] и был
искусственно перенесен на Amphimallon
solstitialis L. и A. majalis Raz. [101]. Веге-
тативная палочка этого штамма очень по-
хожа на палочку американского штамма, но
несколько крупнее ее (ее размер 1,0Х
Х8,0 мк), так же как и споры (их размер
1.3X2,2 мк). Спорангии со спорами несколь-
ко тоньше, чем у американского штамма
(1,4x7,1 мк); при этом та часть спорангия,
где нет параспорального тельца, вытяну-
та в длинный конический отросток. Пара-
споральное тельце также имеет форму усе-
ченного конуса. Ультраструктуру спорангия
этого вида изучали Ваго и Делаэй [240].
При заражении личинок европейских
видов хрущей бактериями европейского
штамма побеление личинок происходит
позднее; в процессе развития болезни наб-
людаются многочисленные осложнения, и
гибель насекомых о г септицемии кишечни-
ка наступает раньше чем В. fribourgensis
размножится до максимума. Опыты культи-
вирования этой бактерии на искусственных
выделен из личинок
Недели
Рис. 14. Патогенность
двух штаммов В. po-
pilliae для Amphimallon
majalis (а, б) и Popil-
lia japonica (в, г). Штам-
мы Де Брайана — а, г,
нормальный штамм — б,
в. Доза 1Х1010 спор на
1 кг почвы.
223
средах, по данным Штейнкрауза и Таширо, до сего времени были
неуспешными [271]. Болезнь в природе распространена очажно,
имеющиеся данные не позволяют установить ее общее распрост-
ранение. Зарегистрирована степень развития болезни (по ориги-
нальному материалу) от 0,15 до 12% [103]. Инфекционность евро-
пейского штамма для Popillia japonica до сего времени не испы-
тана.
Весьма вероятно, что все описанные штаммы имеют общее
происхождение и их современные различия связаны с длительным
развитием на определенных неодинаковых группах хозяев.
Влияние температуры на развитие болезни, вызываемой Bacil-
lus popilliae. Многочисленные опыты показали, что температура
сильно влияет на скорость развития болезни, так же как и во всех
случаях, когда гемолимфа является единственной жизненной сре-
дой для возбудителя. Датки [59] вывел формулу Т=24—0.6XQ,
где Т — период развития болезни, a Q — температура инкубации
возбудителя в грацусах Цельсия. Зависимость скорости развития
болезни от температуры линейная. При сравнении европейского
и американского штаммов видно, что для обоих штаммов опти-
мальна температура около 24—26° С, нижний температурный по-
рог развития 15° С, верхний 36° С. Юрпэн [101] установил, что
штаммы различаются прежде всего ходом развития болезни. В то
время как американский штамм спорулирует относительно корот-
кий срок (при 30°С от 10 до 20 дней), европейский штамм спору-
лирует более длительное время — от 10 до 40 дней. Чем ниже тем-
пература, тем длительнее период споруляции европейского штам-
ма. Неспецифичность американского штамма для Melolontha me-
lolontha более отчетливо проявляется у нижней температурной
границы его развития, т. е. при 18° С. В этих условиях штамм
popilliae через 60 дней дает только 50% зараженных особей, а ев-
ропейский штамм fribourgensis уже через 35—50 дней дает 80%
зараженных личинок [Ю1].
Эффективность Bacillus popilliae на хозяине. Способ зараже-
ния и дозы инфекции. Личинки заражаются бактериями, заглаты-
вая вместе с другой пищей в почве и значительное количество
гумуса, в котором содержатся споры возбудителя. В природе ли-
чинки погибают от болезни в местах, оптимальных для их разви-
тия, т. е. там, где больше всего наиболее пригодной для них пи-
щи и где вредитель размножается нормально. Мертвые личин-
ки, зараженные бактериями, разлагаются в течение 2—3 дней на-
столько, что в почве можно обнаружить лишь сильно хитинизиро-
ванные части их головной капсулы. Остатки мертвых личинок
разносятся по поверхности и в глубь почвы водой и мелкими ор-
ганизмами— клещами, нематодами и т. п. Таким образом, воз-
никают очажки инфекции с повышенной концентрацией бактерий,
которые первоначально были сосредоточены в мертвой личинке.
Здоровые личинки в поисках пищи передвигаются в почве и зара-
жаются, натыкаясь на такие очажки инфекции. Таким образом,
224
происходит неравномерное заражение всего почвенного слоя на
глубину несколько дециметров, а в почве на определенной глу-
бине создается зараженная зона с многочисленными очажками
повышенной концентрации спор возбудителя, в которой передви-
гаются и благодаря этому заражаются все новые, здоровые личин-
ки. Поскольку болезнь обнаруживается на личинках в одном ме-
сте в течение 4 лет, инфекция может лишь за 4 сезона проникнуть
во все оптимальные для развития личинок микроочажки.
Такой процесс заселения биотопа возбудителем происходит
лишь в том случае, если почва не нарушена пахотой (на лугах,
лесных полянах). На пахотных землях может также происходить
заражение личинок, получивших механические повреждения, од-
нако такой способ заражения в большинстве случаев не позво-
ляет возбудителю успешно закончить развитие и размножиться в
таких количествах, как при заражении личинок путем инъекции
возбудителя или при поступлении в кишечник с пищей. В пора*
ненной личинке очень быстро развивается септицемия, вызванная
сапрофитами, которая препятствует развитию В. popilliae. Поми-
мо поранения личинок острыми частями почвообрабатывающих
орудий, могут повреждаться и их внутренние органы, в том числе
кишечник, от давления на них пласта и комьев взрыхляемой поч-
вы. Наконец, личинки могут заражаться возбудителем при укусах
другими личинками, что часто бывает при пахоте, когда увеличи-
ваются контакты между почвообитающими насекомыми, особенно
в борозде.
О способе проникновения бактерий в гемолимфу нет достаточ-
но детальных данных, но, по-видимому, проросшие споры прони-
кают через стенки кишечника. Некоторые авторы [271] допускают
возможность проникновения бактерий через мальпигиевы сосуды
или трахеи. Исходя из того, что активными носителями инфекции
являются только споры, причем споры с параспоральными тельца-
ми, можно допустить аналогию с В. thuringiensis, где параспо-
ралыюе тельце растворяется в кишечнике и нарушает его функ-
ции, благодаря чему проросшие споры проникают в гемолимфу.
Хотя в некоторых опытах и было достигнуто заражение насекомых
только вегетативными палочками, в этих случаях возбудитель вво-
дился инъекцией непосредственно в полость тела, минуя кишеч-
ные барьеры. Поскольку споры и включения освобождаются очень
медленно, местом их накопления и проникновения через стенки
кишечника является, по-видимому, задняя часть средней кишки,
вблизи оснований мальпигиевых сосудов.
Доза инфекции для личинок колеблется в зависимости от спо-
соба ее применения и возраста личинки. При пероральном вве-
дении LD50 составляет около 2Х1О6; при этом следует отметить,
что концентрация спор в почве, в которой содержатся подопытные
личинки, оказывает относительно небольшое влияние, особенно
когда личинки в образце живут несколько недель. Обычно при
пероральном введении доза составляет от 2x10s до 5Х106. Инте-
15 Я- Всйзер
225
ресно, что личинки 3-го возраста более восприимчивы к зараже-
нию спорами, чем личинки первых двух возрастов. Об инфекци-
онных дозах при инъекциях возбудителя уже говорилось раньше.
Развитие болезни в хозяине. После того, как бактерия проник-
ла в тело насекомого в виде вегетативной клетки (из кишечника
или путем инъекции) или в виде споры (путем инъекции), проис-
ходит развитие возбудителя в гемолимфе. Ткани тела остаются
непораженными, фагоцитоза также нет. Датки наблюдал развитие
возбудителя в жировом теле на стенках кишечника. Гибель хозя-
ина вызывается, по-видимому, вредным влиянием метаболитов,
образующихся при развитии бактерий, и поглощением ими боль-
шей части питательных веществ. Болезнь сопровождается поноса-
ми, иногда выделением темных экскрементов, что служит при-
знаком нарушения функций кишечника, необычно сильного
размножения обычной микрофлоры и, вероятно, также проникно-
вением гемолимфы в кишечник через разрушенный эпителий. Бо-
лезнь неодинаково проявляется в разных органах, и точно уста-
новить момент гибели больной особи при продолжительном течении
болезни невозможно. Гибель хозяина не связана с какой-ли-
бо определенной фазой развития бактерии, а также с изменением
pH гемолимфы или с различиями в окислительно-восстановитель-
ном потенциале. Организм хозяина не реагирует на заражение как
на патологический процесс и не защищается от инфекции иммун-
ными реакциями. Болезнь увеличивает время прохождения от-
дельных стадий развития насекомых и препятствует метаморфо-
зу. Берд [19] исследовал возможные влияния токсинов на гемо-
лимфу, но полученные им результаты не позволили сделать ка-
ких-либо выводов.
В отличие от В. thuringiensis заражение насекомых В. popil-
liae перорально и путем инъекций дает одинаковый результат.
Это свидетельствует против предположения о токсическом дейст-
вии включений. В процессе развития бактерий в одной личинке
Popillia japonica образуется от 5 до 35 млрд, спор [19]. В личин-
ках Melolontha melolontha, по данным Юрпэна [101], продуцирует-
ся от 2 до 27 млрд, спор на особь. Разница в количестве спор,
образующихся в этих двух видах насекомых, еще разительнее,
если сосчитать количество бактерий на единицу веса личинки.
Юрпэн, размножая два штамма В. popilliae на личинках хруща
3-го возраста при 24° С, получал от одной личинки 6,4 млрд, спор
штамма popilliae и 12—13 млрд, спор штамма fribourgensis. При
этом разные дозы ипокулюма, от 10 до 100 млн. спор, давали
практически одинаковый средний выход биопродукции. Таким об-
разом, приспособленность возбудителя к определенному виду хо-
зяина имеет очень большое значение.
Изменение вирулентности штаммов. Попытки отобрать более
вирулентные штаммы путем систематических многократных пасса-
жей возбудителя с короткими интервалами через одного хозяина
не дали положительных результатов. В тех случаях, когда после
226
первых пассажей наблюдалось некоторое сокращение инкубаци-
онного периода возбудителя или более высокая смертность хозя-
ина, после дальнейших пассажей эти признаки утрачивались. Та-
кое положение было установлено как для штамма popilliae [19],
так и для штамма fribourgensis [101], это явление может быть
связано со значительной неоднородностью инокулюма. В тех слу-
чаях, когда инокулюм взят не из одной клетки, то обычная доза
100 000 спор всегда в значительной степени гетерогенна. Вместе
с тем о возможности создания селекционным путем штаммов воз-
будителя с желаемыми свойствами свидетельствует работа
де Брина, получившего специализированный штамм, заражающий
Amphimallon majalis и не заражающий Popillia japonica, хотя он
происходит из штамма, вирулентного для обоих хозяев.
Эпизоотология молочной болезни личинок японского жука и
хрущей. Как уже упоминалось, молочная болезнь насекомых, вы-
зываемая В. popilliae, проявляется очагами, которые возникают в
местах накопления спор возбудителя. Накопление спор в биотопе
происходит непрерывно в связи с постоянным заражением и ги-
белью населяющих биотоп насекомых-хозяев. Поэтому накопле-
ние инфекции идет быстрее в густозаселенных биотопах, как это
было на первых этапах борьбы с японским жуком в США.
Споры возбудителя сохраняются в почве без потери вирулент-
ности в течение нескольких лет, что приводит к постепенному на-
коплению в почве инфекционного начала. Ряд факторов препят-
ствует образованию инфекционной зоны в биотопе. Помимо уже
упоминавшейся обработки почвы, к числу таких факторов относит-
ся промывание почвы. Споры, подвергшиеся воздействию солнеч-
ных лучей, серьезно повреждаются. Определенное отрицательное
влияние оказывают на споры мороз, сильная засуха и химические
вещества почвы. В связи с гетерогенностью имеющейся в природе
инфекции трудно сравнивать образцы возбудителя из разных
мест. Примером могут служить многолетние безуспешные попытки
Юрпэна [101] и Вилле [271] заразить личинок Melolontha melo-
lontha одним материалом В. popilliae и, наоборот, успешное за-
ражение того же вредителя и тем же видом возбудителя, но иным
по происхождению биоматериалом. Данные Берда [19] о том, что
свежий инфекционный материал по эффективности в 6 раз пре-
восходил старый сухой препарат, также, по-видимому, объясня-
ются прежде всего различием в использованных штаммах возбу-
дителя.
Помимо вирулентности возбудителя, на процесс заражения
влияют и другие факторы. Температура во время заражения, а с
ней связана и активность питания личинок, играет в этом про-
цессе важную роль. Заражение может произойти лишь в летние
месяцы с июня до сентября, причем заражаются преимуществен-
но молодые личинки до 3-го возраста. На процесс заражения вли-
яет также доля восприимчивых к инфекции особей в популяции и
количество спор возбудителя в почве. При большой плотности по-
15*
227
пуляции и низкой дозе инокулюма достигается та же степень за-
ражения, как и при низкой плотности популяции, но высокой дозе
инокулюма [19]. Передвижения особей, составляющих популяцию,
оказывают влияние также на процесс стратификации спор, кото-
рый протекает неодинаково в биотопах разных типов и в разных
почвах.
Биологическая борьба с вредителями
с использованием спор
В США еще с 1935 г. в борьбе с японским жуком и Amphimal-
lon majalis используют искусственно размноженный споровый ма-
териал В. popilliae.
В связи с тем что массовое размножение этой бактерии на
искусственных средах невозможно, в США использовали метод
заражения личинок жука путем впрыскивания каждой из них ми-
крошприцем суспензии возбудителя. Таким способом было произ-
ведено 100 т порошковидного препарата, содержащего в 1 г 108
спор. В качестве наполнителя использовали тальк или осадок тон-
коразмолотой извести. Препарат производит предприятие Мини-
стерства сельского хозяйства США. Зараженные вредителем пло-
щади обрабатывают биопрепаратом не сплошь, а путем внесения
препарата небольшими очажками, удаленными один от другого
на 20—25 см.
Препарат наносится на почву специальным дозирующим аппа-
ратом, при встряхивании которого высыпается нужное количество
порошка. С просачивающейся водой препарат вмывается с поверх-
ности в глубь почвы. Берд [20] для более равномерного распреде-
ления возбудителя па обрабатываемой территории предложил
гранулированный биопрепарат, содержащий в каждой грануле
2Х108 спор. Такой метод обработки отличается от обычного опы-
ливания инсектицидами тем, что в почву вводится инфекция, кото-
рая затем передается от больных личинок здоровым. Эффект от
обработки почвы порошковидным препаратом проявляется через
2—3 года (так же, как и при заселении почвы зараженными ли-
чинками), т. е. когда в почве образуется достаточное количество
микроочагов инфекции. Описанным методом в США было обрабо-
тано 29 000 га пашни и лугов. Помимо этого, в ряде мест про-
изводилась обработка препаратами, вырабатываемыми частными
фирмами, однако эти площади не были учтены. Одним из таких
препаратов является ДООМ, производимый Fairfax Biological La-
boratory и содержащий 108 спор В. popilliae в 1 г нейтрального
наполнителя и нестандартное количество другого вида бакте-
рий — Bacillus lentimorbus.
В других странах, кроме США, опыты с использованием В. po-
pilliae против личинок хрущей проводились в небольших масшта-
бах с целью изучения действия этого возбудителя при его интро-
дукции на новые территории. Однако оказалось, что другие виды
228
вредителей не обладают особой восприимчивостью к этому забо-
леванию. Наоборот, продолжительный инкубационный период и
низкий процент заражения личинок в опытах с другими видами
пластинчатоусых жуков свидетельствуют о том, что личинки хрущей
пе являются специфическими хозяевами известных штаммов этой
бактерии и от таких штаммов нельзя ожидать большой вирулент-
ности и широкого развития болезни. По-видимому, именно этим
объясняется то, что интродукция новых для той или иной терри-
тории штаммов возбудителя не привела к широкому распростра-
нению болезни на новых хозяевах. Отрицательные результаты по-
пыток использования этого возбудителя в Европе объясняются
также той особенностью, что зараженные личинками хрущей пло-
щади, обработка которых была бы рациональна, это — пахотные
земли, и поэтому образующиеся здесь очаги инфекции постоянно
разрушаются при обработке почвы.
ГРУППА BACILLUS LENTIMORBUS DUTKY
Bacillus lentimorbus Dutky [59] сопутствует В. popilliae и вызы-
вает заболевание насекомых, признаки которого аналогичны опи-
санной выше молочной болезни. Вид В. lentimorbus отличается от
В. popilliae тем, что у пего пеТ параспоральных телец. Возбуди-
тель размножается в гемолимфе личинок иластинчатоусых жуков
и вызывает молочную болезнь тина В, подобно предыдущему ви-
ду, однако молочное нобеление личинок позднее переходит в шо-
коладно-коричневый цвет. Все сведения о В. lentimorbus в основ-
ном получены при изучении смешанных инфекций с В. popilliae.
В гемолимфе зараженных особей появляются неподвижные
палочки размером 1X5 мк. Перед образованием спор палочка
вспухает, принимая яйцевидную форму, и в ней образуется широ-
кояйцевидная спора размером 0,9X1.8 мк, причем стенки спо-
рангия сохраняются, и все образование имеет размеры 1,4x3,9 мк.
Вегетативные палочки бактерии грамположнтельны и хорошо ок-
рашиваются. Споры окрашиваются очень плохо. Требования к пи-
тательной среде неизвестны, па средах Штейикрауза бактерия не
растет (или не спорулирует?). Идентификация путем обратного
заражения хозяина чистой культурой возможна только при перо-
ральном заражении, заражение инъекцией не позволяет отличить
В. popilliae от В. lentimorbus, так как у первого вида часть веге-
тативных палочек не спорулирует и их ошибочно можно принять
за другой вид бациллы.
Bacillus lentimorbus также вызывает септицемию хозяина, вна-
чале сопровождающуюся побелением гемолимфы больного насеко-
мого. Позднее гемолимфа буреет и коагулирует в сгустки, взве-
шенные в теле насекомого, где они закупоривают различные суже-
ния и проходы и вызывают некрозы тканей. Разводить возбудите-
ля можно только на живом хозяине, для чего каждой личинке
нужно инъецировать 108 спор. Инфекционны как вегетативные па-
229
лочки, так и споры. Целесообразно инокулюм спор пастеризовать
при 75° С в течение 10 минут. Температурные пределы развития
болезни от 16 до 30° С. Остальные свойства совпадают с тем, что
было сказано о В. popilliae.
Штамм lentimorbus Dutky был выделен в США из Popillia
japonica и Amphimallon majalis [222], а также из Anomala orien-
talis Wat. и Autoserica castanea [21]. Штамм имеет несколько
форм, различающихся по своей вирулентности.
Штамм australis Beard [21] выделен из личинок Sericesthis pru-
inosa Dalm., но инфекционен также для Aphodius howitti Hope,
Heteronychus sanctae-helenae Blanch., Popillia japonica Newn.,
Anomala orientalis Waterh. [21]. Юрпэн [101] безуспешно пытался
заражать этим штаммом Melolontha melolontha.
Берд [21] при изоляции штамма australis установил, что он
значительно более вирулентен для Sericesthis, чем ранее извест-
ный штамм lentimorbus. Инъекция этих штаммов личинкам Se-
ricesthis показала, что штамм australis хорошо спорулировал в
теле хозяина, так же как и смесь обоих штаммов, в то же время
штамм lentimorbus в чистом виде спорулировал очень плохо. Ba-
cillus lentimorbus хотя и без контроля, также был использован в
борьбе с японским жуком и Amphimallon majalis в США, так как
метод производства бактериального препарата не обеспечивал
очистки получаемого биоматериала от этого вида. Производимый
па основе этой бациллы порошковидный биопрепарат содержал
108 спор в 1 г. Этот препарат применяется также небольшими
порциями для создания мелких первичных очажков инфекции при
общем расходе 2,25 кг/га. Таширо и Уайт [222], применяя этот пре-
парат, через месяц установили 62 %-ное заражение личинок Am-
phimallon majalis. Оценка эффективности возбудителя в чистом
виде оказалась невозможной, так как препарат всегда состоял из
смеси двух возбудителей — В. lentimorbus и В. popilliae. Вместе
с тем обнаружение в Австралии этого вирулентного штамма сви-
детельствует о возможности выделения других эффективных штам-
мов возбудителя из иных насекомых-хозяев и в других географи-
ческих областях.
Bacillus euloomarahae Beard
Этот микроб очень близок к ранее описанным. Он также вы-
зывает молочное побеление зараженных личинок пластинчатоусых
жуков и спорулирует без образования параспоральных телец. От
предыдущих этот вид отличается главным образом размером пало-
чек, величина которых 0,3X 3,0 мк и спорами, имеющими яйце-
видную, почти сферическую форму с диаметром 0,3—0,4 мк. Спо-
ра лежит вдоль оси палочки несколько ближе к одному концу.
Основным хозяином бактерии является Heteronychus sanctae-he-
lenae Blanch., в личинках которого она вызывает молочное по-
мутнение. Экспериментально этим возбудителем были заражены
230
личинки Popillia japonica Newm., Sericesthis pruinosa Dalm., Ano-
tnala orientalis Waterh., Autoserica castanea Arr. и Oryctes rhino-
ceros L. [21]. Юрпэн [101] с успехом использовал эту бактерию
для заражения личинок Melolontha melolontha L., Cetonia aurataL.
и Oryctes nasicornis L. путем инъекции возбудителя в гемолим-
фу. По данным этого автора, описываемый вид более теплолюбив,
чем В. popilliae, так как успешно развивается даже при 32° С, тог-
да как последний при этой температуре в большинстве случаев
уже не заражает хозяина. Многократные пассажи через одного
хозяина несколько сокращают инкубационный период возбудите-
ля, но не повышают процента заражения личинок.
К видам В. lentimorbus и В. euloomarahae должны быть отне-
сены неописанные спорообразующие бактерии, выделенные Бике-
лом и др. в 1954 г. из личинок хрущей в Швейцарии. К сожале-
нию, указанные авторы не приводят достаточно подробных дан-
ных о таксономической принадлежности использованных ими бак-
терий и их эффективности. Это относится и к виду Bacillus X.,
выделенному Керном в 1950 г. из личинок Melolontha melolontha.
Кажется весьма вероятным, что в некоторых случаях названные
авторы имели дело с переросшей обычной микрофлорой из кишеч-
нйка личинок или же со штаммом, подобным В. lentimorbus.
Все имеющиеся данные о бактериях В. popilliae, В. lentimor-
bus и В. euloomurufiae показывают, что они специфичные возбу-
дители болезней личинок жуков. Попытки искусственного зараже-
ния этими бактериями гусениц бабочек не дали положительных
результатов.
Bacillus blattae Heinecke
и септицемия тараканов
Герш, изучая лимфоциты гемолимфы тараканов Blatta orien-
talis, наблюдал септицемию у этих насекомых, возбудителя кото-
рой более подробно описал Хейпекке [96]. Это палочковидная ба-
цилла шириной 0,5—0,8 мк и длиной 2,5—4,5 мк, палочки распо-
ложены в гемолимфе таракана поодиночке или нарами. Бацил-
ла спороносит, образуя набухшие спорангии с субтерминалыюй,
широкояйцевидной спорой размером 1X1,5—1,8 мк. Вегетативные
палочки грамположительны и растут па обычных средах, обра-
зуя невысокие, округлые колонии, при температуре от 22 до 37° С
•с оптимумом 24—32° С. На агаре образуют дочерние колонии и
мигрируют. Они сбраживают фруктозу и мальтозу, но не сбражи-
вают арабинозу, сахарозу, лактозу, глицерин и маннит. Не гемо-
лизируют кровяной агар, не разжижают желатин, не створажива-
ют лакмусовое молоко и не образуют в нем кислоту.
При инъекции возбудителя в тело хозяина там развиваются
как вегетативные стадии, так и споры. Вегетативные палочки по-
являются в гемолимфе хозяина, происходит первичный фагоцитоз,
который у некоторых видов тараканов (Periplaneta americana L.)
231
подавляет развитие бациллы, в то время как у других видов про-
исходит постепенное уничтожение всех лимфоцитов и наступает
гибель хозяина. Редукция лимфоцитов связана со споруляцией,
которая начинается через 25 дней после заражения. При перораль-
ном заражении насекомых болезнь продолжается обычно 60—
130 дней. При введении возбудителя в тело хозяина путем инъек-
ции смерть наступает скорее, если введены вегетативные палочки,
чем после инъекции спор. Быстрее всего протекает болезнь при
инъекции культуры, начавшей образовывать споры, в этом случае
гибель хозяина происходит через 7 дней (токсин?). В начале за-
болевания снижается подвижность насекомых, затем наступает
паралич органов движения, а за 1—2 дня до гибели наблюдается
лишь легкое дрожание лапок и усиков таракана. Болезнь проте-
кает как септицемия без разрушения и инвазии отдельных ор-
ганов.
Пероральное заражение происходит в результате поедания
больных особей здоровыми.
В опытах до 45% насекомых заболевало после 26—67-дневно-
го инкубационного периода. Заражение путем инъекций смертель-
но для всех насекомых. При затяжном течении болезни линька
происходит нормально. Помимо черного таракана (Blatta orienta-
lis L.), инъекцией можно заразить также рыжего таракана (В1а-
tella germanica L.), колорадского жука (Leptinotarsa decemlinea-
ta Say), уховертку (Forficula auricularia L.), майского хруща
(Melolontha melolontha), палочника (Carausis morosus Brunn.) и
моль Hyponomeuta plumbella Schiff.
Опыты по использованию этого возбудителя для практической
борьбы с восприимчивыми к нему насекомыми не проводились. Ус-
тановлено, что в культуре бактерия через 2 года в значительной
мере утрачивает свою эффективность. Результаты испытаний куль-
тур возбудителя разного возраста, вводимых в тело хозяина путем
инъекций, позволяют предположить, что бактерия вырабатывает
токсин, вредно действующий на' насекомых в период споруляции,
вызывая усиленное образование лимфоцитов, количество которых
во время спорообразования удваивается. После такого напряже-
ния защитных сил наступает их упадок и гибель хозяина. О прак-
тическом значении этой бактерии говорят лишь данные о массовой
гибели тараканов при их искусственном разведении.
Bacillus larvae White
и американский гнилец пчел
Гнилец пчел (Faulbrut, foulbrood, loque)—болезнь, давно из-
вестная пчеловодам, поражающая пчелиную детку и вызывающая
массовую гибель личинок пчел в сотах. Погибшие от гнильца ли-
чинки разжижаются, буреют и имеют специфический гнилостный
запах. Сейчас установлено, что под названием гнилец пчел ра-
нее понимали несколько болезней, из которых наиболее опасной
232
Рис. 15. Американский гнилец пче-
линой детки.
Л—вид сот, пораженных гнильцом. Ха-
рактерные признаки — вогнутые и перфо-
рированные крышечки ячеек и остатки
мертвых личинок в форме гондол. Б —
процесс высыхания пораженных личинок.
В нижней ячейке хорошо видна нить
резиноподобной консистенции, оттянутая
после прикосновения к личинке спичкой.
является американский гнилец, вызываемый бактерией. В. lar-
vae White [265], в то время как другие заболевания не так опас-
ны. Американским этот гнилец назван потому, что впервые бо-
лезнь была идентифицирована в США, где ей уделяли очень мно-
го внимания. Особенно много сделано Уайтом. Эта болезнь рас-
пространена повсюду, где занимаются пчеловодством, и до внед-
рения разработанных исследователями профилактических и лечеб-
ных мероприятий ею поражалось от 5 до 10% семей пчел, значи-
тельная часть которых полностью погибала.
Признаки болезни. В зараженных ульях на закрытых ячейках
сот с личинками обнаруживаются многочисленные ненормально-
сти. Крышечки ячеек западают внутрь и темнеют, в них появля-
ются маленькие отверстия.
Вначале ячейки с такими изменениями разбросаны в разных
местах сот, потом их появляется все больше и больше, и наконец
они смыкаются и занимают всю поверхность сот. Рабочие пчелы
открывают такие пораженные ячейки и удаляют из них мертвых
личинок и крышечки ячеек и тем самым с зараженными возбу-
дителем частицами, приставшими к их челюстям и поверхности
тела, разносят инфекцию по всему улью.
При вскрытии пораженных ячеек сот в них видны личинки
пчел, погибшие от американского гнильца. При открытии цельной
крышечки пораженной ячейки можно услышать легкий хлопок,
объясняющийся тем, что под высохшей крышечкой накопились га-
зы, образовавшиеся при разложении погибшей личинки. Мертвая
личинка вначале становится коричнево-бурой, а затем все больше
чернеет по мере разложения тканей тела, которые превращаются
в чистую культуру бактерий. Несколько вспухшее вначале тело
личинки постепенно опадает и по мере высыхания превращается
в смоляно-черную клейкую массу, растягивающуюся, как резина.
Если тело такой личинки растягивать, его можно вытянуть в тол-
стую нить длиной несколько сантиметров. При этом ощущается
неприятный запах, напоминающий запах подгоревшего столяр-
ного клея.
Возбудитель болезни. Уайт, выделивший возбудителя в 1905 г.
из больных личинок пчел, дал ему название Bacillus larvae. Этот
233
вид идентичен Bacillus brandenbur gensis Maassen [143] и Bacillus
burrii Cowan, описанным позднее. Бацилла имеет форму палочки
шириной 0,5—0,8 мк и длиной 2,5—5,0 мк, которая живо передви-
гается с помощью перитрихиальных жгутиков. Иногда палочки со-
единены по нескольку штук в цепочки. Палочки образуют верете-
нообразные спорангии с яйцевидной спорой, лежащей посредине.
Размер спор 1,1—1,9X1,4 мк. Вначале споры заключены в остат-
ки спорангия, которые постепенно утрачиваются. Параспоральные
тельца не образуются. Вегетативные палочки легко окрашивают-
ся, споры следует окрашивать, пользуясь методами для окраски
спор.
В теле хозяина остаются перитрихиальные жгутики, долго со-
храняющиеся после отделения от бацилл, в виде склеившихся
сплетений, напоминающих спирохеты.
Локхед [130] культивировал эту бациллу на среде, состоящей
из 40 см3 морковного экстракта (100 г нарезанной моркови и
250 см3 дистиллированной воды — процедить), 2 г пептона, 1 г
поваренной соли, 1,6 г мясной вытяжки, 3,62 г агара и 200 см3
воды. В среду добавляется 0,25 см3 0,05%-ного раствора тиамина.
Рост бацилл можно усилить добавлением 2 г дрожжевой вытяж-
ки, которая приготовляется из 10 г прессованных дрожжей, Юг
пептона и 0,5 г К2НРО4 в 1 л воды. Приготовленную среду стери-
лизуют в автоклаве и к фильтрату добавляют агар. На дрожже-
вом или морковном агаре образуются мелкие, гладкие, беловатые
колонии. В дрожжевой среде бацилла образует из глюкозы кис-
лоту, но без газа, использует фруктозу, мальтозу, глицерин, в
меньшей степени арабинозу и сахарозу. На глюкозно-кровяном
агаре бацилла растет хорошо без гемолиза. В процессе роста и
споруляции она выделяет в питательную среду токсические веще-
ства, в основном протеолитические энзимы, которые электрофоре-
зом можно разделить не менее чем на две части. Бацилла термо-
лабильна, при внутрибрюшинном введении мышам оказывает
токсическое действие. При скармливании с пищей личинкам пчел ток-
сически влияет и протеаза (аналогия с неспецифическими токси-
нами Bacillus thuringiensis). Личинки, которым был введен ток-
син, перед гибелью буреют. Наличие токсина, который имеет ха-
рактер протеаз, в известной мере противоречит тому, что бацилла
лишь слабо разжижает желатин и не пептонизирует лакмусовое
молоко, которое створаживается с морковной вытяжкой.
В теле зараженных личинок пчел находится почти чистая куль-
тура В. larvae, главным образом в связи с тем, что в период об-
разования спор выделяется антибиотик, действующий против грам-
положительных, грамотрицательных и устойчивых к кислотам
бактерий. Поэтому возбудитель гнильца устойчив и к ряду анти-
биотиков. Кацнельсон [112] установил, что эта бацилла устойчива
к пенициллину, клавицину, бацитрацину и субтилину, применяе-
мым в обычных дозах. In vitro лучшее действие на нее оказывают
ауреомицин, стрептомицин, клавицин, гладиотоксин, субтилин и
234
тиротрицин. Туманов и Мальманш [232] испытывали на разных
штаммах Bacillus larvae из Европы, Азии и Африки действие
12 антибиотиков: пенициллина, стрептомицина, хлорамфеникола,
бацитрацина, неомицина, фрамицетина, диама, карбомицина, спира-
мицина, эритромицина, террамицина и тетрациклина. Была уста-
новлена большая изменчивость устойчивости разных штаммов.
Только на спиромицин ни один штамм не реагировал. Каждый из
остальных штаммов реагировал минимум с двумя из назван-
ных антибиотиков. Это свидетельствует также о различии
ферментов у разных штаммов бактерии, разлагающих антибио-
тики.
Полтев [168] получил из Bacillus larvae Н-, О- и споровый
антигены, которые отличаются своими свойствами. Для диагноза
болезни применяется сыворотка, получаемая инъекцией кроликам
щелочного экстракта из 10 мертвых личинок в физиологическом
растворе после предварительной очистки центрифугированием от
остатков тканей насекомых. Споры бациллы в этом случае оста-
вались в суспензии. Агглютинация происходила при титрах 1: 200
до 1 : 400.
При культивировании на искусственных питательных средах
после нескольких пересевов эта бацилла утрачивает вирулент-
ность, которая может быть восстановлена пассированием через
пчел. Споры переносят в воде нагревание до 100° С в течение
20 минут. Термическая дезинфекция уничтожает прежде всего наи-
более активные, т. е. наиболее вирулентные, споры. Более устой-
чивые к температуре споры менее вирулентны в прорастают позд-
нее. Инвентарь и другие предметы, загрязненные В. larvae, необ-
ходимо стерилизовать в автоклаве при 8 атм. в течение 25 минут.
Сухое нагревание до 98° С споры переносят в течение 46 часов, а
в воске переносят 100° С в течение 5 дней. Ультрафиолетовое об-
лучение уничтожает споры на поверхности предметов в течение
28—41 часа, а в жидкостях, меде и в воске лишь через несколько
педель. Из химических веществ иаилучшее дезинфицирующее дей-
ствие оказывает формалин, пары которого уничтожают споры че-
рез 3—5 часов, а при замачивании в 20%-ном формалине бакте-
рии и их споры погибают через 10 минут. Сложные предметы мож-
но обеззараживать, выдерживая их в кипящем 10%-ном растворе
соды. Предметы, не имеющие большой ценности, лучше всего
сжигать.
В зараженных личинках пчел вегетативные стадии возбудите-
ля проникают в полость тела из кишечника. По данным Маассе-
на, проникновение и размножение бактерий в организме насекомо-
го приводят к поражению жирового тела. Происходит гистолиз
и распад освободившихся клеток, сопровождающийся побурени-
ем и почернением гемолимфы. Общее воздействие бациллы на ор-
ганизм хозяина — это действие продуктов ее обмена (метаболи-
тов) и ферментов, т. е. токсическое действие. В мертвом теле
хозяина происходит количественное накопление возбудителя. Разви-
235
тие болезни в насекомом протекает довольно медленно и зависит
от количества инфекционного материала и устойчивости пчел. Ки-
таокаидр. установили, что 50%-ная смертность однодневных ли-
чинок достигается при опрыскивании сот бактериальной суспензией,
содержащей ЗХ103 спор в 1 мл. Споры начинают развиваться в
кишечнике личинок через 24 часа после обработки, прорастая в
длинные цепочки вегетативных клеток. После этого бациллы вре-
менно не обнаруживаются и вновь появляются лишь перед окук-
ливанием, когда происходит их массовое развитие и наступает ги-
бель хозяина.
Существует несколько теорий, авторы которых пытались объ-
яснить, почему в подавляющем большинстве случаев заражаются
личинки первого возраста, в то время как личинки старших воз-
растов невосприимчивы к инфекции. Главную роль приписывали
тормозящему действию меда и глюкозы в пище личинок старших
возрастов, что предотвращает возможность прорастания спор и
развитие палочек в кишечнике. Шульц-Лангер [170] установила,
что заражение личинок в обоих возрастах происходит одинаково
часто, но личинки старшего возраста способны удалять инфекцию
из кишечника и так освобождаться от нее. У молодых личинок
проходимость кишечника очень невелика, инфекция остается в ки-
шечном мешке и, очевидно, может возвращаться назад, к ротовому
отверстию. Болезнь, по-видимому, вызывает изменения в физиоло-
гии пораженных особей (изменения в дыхании). О «неблагополу-
чии» рабочие пчелы «узнают», по-видимому, по вибрации сот от
дыхательных движений личинок. Поэтому такие зараженные ли-
чинки не позже чем через день удаляются рабочими пчелами.
Пути распространения болезни. Распространению болезни в
улье способствует прежде всего чистоплотность рабочих пчел, ко-
торые открывают ячейки с погибшими личинками, выносят из
улья остатки трупов и тем самым разносят инфекцию по всему
улью. Когда Парк [164] поместил кусок сот с зараженными ли-
чинками в рамку со здоровыми, сотами, пчелы в течение 4 дней
разобрали этот зараженный участок сот и заменили их новыми.
Естественно, что при всех этих манипуляциях инфекционный ма-
териал соприкасается с запасами меда, пыльцы и новыми сотами.
Изучая роль клапана, отделяющего пыльцу от нектара, Ви-
дроу и Холст [273] установили, что вместе с зернами пыльцы этот
клапан отделяет от жидкости также мелкие споры плесеней и
сгустки бактерий. В опыте, где пчелам давали сироп, содержащий
5 млн. спор в 1 мл, в сотах, кудд была отложена эта сладкая
жидкость, в пен оказалось только 5000 спор в 1 мл. Зерна пыльцы,
по-видимому, играют роль вспомогательного фильтра, отделяюще-
го бактерий. В пищеварительном тракте рабочих пчел споры воз-
будителя гнильца не прорастают и не способны заражать взрос-
лых пчел. На перенос инфекции из улья в улей в основном веро-
ятно влияет привычка пчел грабить запасы из чужих ульев,
не обеспеченных надежной охраной. Ослабленные болезнью семьи
236
пчел не в состоянии обеспечить хорошую охрану оставшихся в
улье запасов, и пчелы из соседних ульев и пасек воруют зара-
женный мед у таких семей и переносят его в свои ульи. Помимо
того, болезнь может распространяться на значительные расстоя-
ния при перевозке зараженных ульев и инвентаря пасек с места
на место.
Изучение болезней диких пчел [13] позволило установить лишь
три случая появления американского гнильца в диких пчелиных
семьях в Англии и Австралии. Во всех этих случаях проявление
болезни было отмечено, когда в окрестных культурных пасеках
наблюдалось сильное заражение пчелиных семей тем же возбуди-
телем. Таким образом, болезнь проникала на культурные пасеки
не от диких пчел, а наоборот.
Борьба с американским гнильцом. При ликвидации болезни
необходимо учитывать устойчивость спор возбудителя и условия,
способствующие распространению инфекции. После обнаружения
болезни необходимо немедленно принять радикальные меры. Ин-
вентарь, ульи, рамки и все предметы, соприкасавшиеся с больны-
ми пчелами, необходимо тщательно продезинфицировать форма-
лином или прокипятить в растворе соды или другой щелочи или
же сжечь. Зараженные семьи пчел нужно уничтожать, пока не
удастся вызвать вторичное роение после уничтожения всей детки.
Мед н воск из зараженных ульев необходимо уничтожить или
переработать таким образом, чтобы с ними не могли соприка-
саться пчелы из окрестностей как во время переработки, так и в
последующее время. Всякие компромиссные полумеры приводят к
возобновлению болезни на пасеке. Хемотерапевтические методы,
разработке которых в последние десятилетия уделялось очень мно-
го внимания, являются только профилактическим мероприятием.
Для хемотерапии используют раствор натриевых солей сульфатио-
зола в концентрации 0,5—1,0 г на 1 л сиропа. Раствор ранее да-
вали пчелам в специальных поилках, но более эффективным ме-
тодом является опрыскивание пчел в ульях мелкораспыленным
сиропом, с тем чтобы им была смочена поверхность тела каждой
пчелы. При взаимном очищении пчелы поглощают необходимую
лечебную дозу препарата. Добавление пыльцы н соевой муки в
лечебную смесь приводит к тому, что такой корм получают в пер-
вую очередь молодые пчелы и пчелы, кормящие детку. Антибио-
тики не дали удовлетворительных результатов. Их применяют в
большинстве случаев как дополнительную профилактическую меру
для обработки семей пчел, в которых болезнь не проявилась, но
находящихся вблизи от зараженных ульев. Сульфонамид дается
или применяется трехкратно с интервалами в 10—12 дней. Если
через следующие 14 дней в каком-либо из обработанных ульев
появляется болезнь, такую семью нужно уничтожить. Частое и не-
умеренное применение сульфонамида приводит к образованию ус-
тойчивых штаммов возбудителя. Селекцией были выведены устой-
чивые к болезни формы пчел, которые заражаются гнильцом
237
лишь в исключительных случаях при массовом развитии болезни.
Однако это не дает гарантии полного устранения болезни.
Энтомопатогенные клостридии. Все ранее описанные бактерии,
возбудители болезней жуков и пчел, являются видами, трудно
разводимыми искусственно, и по своим свойствам они стоят на
грани аэробиоза. Их специфичность для насекомых заключается,
конечно, не в этом, так как указанные требования бактерий не
способствуют более эффективному заражению насекомых. Ана-
эробные бактерии, живущие в насекомых, практически не изучены,
но среди них, несомненно, окажутся виды, эффективно уничтожа-
ющие насекомых. Перспективность выявления таких энтомопато-
генных видов в известной мере обосновывается результатами ис-
следований Бухера, изучавшего клостридиев насекомых.
Род Clostridium Prazmowski включает спорообразующие бак-
терии, которые могут развиваться только в анаэробных условиях.
Эти бактерии лишены каталазы, и многие из них способны сбра-
живать углеводы с образованием масляной и уксусной кислот,
СО2 и СН4, помимо спирта, ацетона и т. п., и энергично разруша-
ют протеины. Некоторые виды вырабатывают сильные токсины.
Они особенно часто встречаются у древогрызущих видов насеко-
мых, в кишечнике которых активно способствуют расщеплению
клетчатки пищи. Присутствуют они также в кишечнике насеко-
мых, обитающих в почве.
Бухер [36] выделил из шелкопряда Malacosoma pluviale Dyar,
распространенного в окрестностях Ванкувера (Канада), возбуди-
теля, который характеризовался тем, что гибель насекомых со-
провождалась наличием в кишечнике больных гусениц почти чи-
стой культуры палочек одного типа. Эти типичные палочки не рос-
ли на обычных бактериологических средах. Материал из мертвых
гусениц Бухер использовал для заражения гусениц этого шелко-
пряда в других гнездах. В первый день после заражения гусениц
признаки болезни еще не появились. На второй день гусеницы бы-
ли возбуждены и на раздражение реагировали рвотой. После
третьего дня гусеницы стали менее прожорливыми, выделяли жид-
кие экскременты, оставляя после себя ржаво-красные пятна на
подложенной бумаге. Одновременно тело гусениц укорачивалось
и снижалась их подвижность. На пятый или шестой день гусени-
цы лежали без движения и погибали, превращаясь в съежившие-
ся, высохшие мумии. Перед гибелью гусеницы па раздражение
реагировали лишь слабой дрожью. В это же время гусеницы осво-
бождают кишечник, выделяя жидкие экскременты, которые со-
держат огромное количество спор бактерий. Вскрытие мумий по-
казало, что бактерии в кишечнике расположены правильными па-
лисадными рядами вокруг остатков пищи.
Исходя из этих наблюдений, Бухер [41] разработал среду для
культивирования бактерий, на которой ему удалось вырастить
культуру в анаэробных условиях. Основой среды является вытяж-
ка из листьев кормовых растений гусениц. Для приготовления
238
среды смесь из 50 г сформировавшихся листьев яблони без че-
решков и толстых жилок, 0,4 г аскорбиновой кислоты и 250 мл
дистиллированной воды смешивают в миксере в тонкую кашицу.
Из этой кашицы через газовую ткань отжимают жидкость с мел-
кими частицами тканей листьев и хранят ее в колбочках в холо-
дильнике. По охлаждении к этой жидкости добавляют 2 мл
этиленокси да и 10 мл 1 н. раствора КОН. Смесь оставляют в холо-
дильнике па 2—3 дня. Первоначальная pH = 5 постепенно повыша-
ется до pH = 9. Экстракт затем выдерживают при комнатной тем-
пературе не менее 2 недель. В течение этого времени этиленоксид
стерилизует смесь и испаряется. КОН осаждает из раствора пре-
ципитат, который оседает на дне колбы вместе с частицами ли-
стьев. Прозрачную жидкость над осадком фильтруют через фильтр
Зейтца; она представляет среду I. Средой II является триптозо-
фосфатный бульон Дифко с 0,2% агара и 0,001% метиленовой
синей. Эта среда разливается в небольшие склянки и стерилизу-
ется в автоклаве. Остальные составные части, т. е. 1 н. раствор
КОН, стерилизованный в небольших склянках (среда III), и две
другие составные части: 1%-ный водный раствор цистеингидрохло-
рида (среда IV) и 0,5%-ный водный раствор тиамингидрохлори-
да (среда V) хранятся отдельно. Конечная среда готовится из
70 мл среды I, 100 мл среды II и но 10 мл сред III—V. Растворы
вливают в асептических условиях в нагретую среду II. Стериль-
ный раствор КОП вливается последним с таким расчетом, чтобы
pH готовой среды был равен 10,2. Жидкая среда разливается в
асептических условиях в стерильные пробирки, после чего прове-
ряют ее стерильность. Среда наливается в пробирки высоким
столбиком, на поверхности которого быстро образуется темный
аэробный слой, а нижняя часть остается анаэробной. Среду, хра-
нящуюся в холодильнике в пробирках, можно использовать в те-
чение 5 месяцев. В процессе хранения среды ее pH снижается:
через 1 неделю он равен 9,8, а через несколько месяцев — 8,7.
Культивированием на специальной среде с последующим перено-
сом культуры па твердую среду аналогичного состава Бухеру
[41] удалось выделить два разных вида бактерий — Clostridium
brevifaciens и С. malacosomae. Имеющиеся в настоящее время
данные о этих видах не позволяют судить о том, являются ли они
самостоятельными видами или штаммами одного вида, так как
различия между ними того же характера, как и различия между
разными штаммами В. thuringiensis.
Clostridium brevifaciens Bucher
Вегетативные клетки в кишечнике Malacosoma pluviale Dyar,
грамотрицательные палочки 6—7 мк длины и 1 мк ширины, с ши-
роко закругленными концами, расположены поодиночке или сцеп-
лены парами. Красителем Гимза в палочке окрашивается несколь-
ко гранул, подобно тому, как это наблюдается у В. thuringiensis.
239
Особенно хорошо заметны гранулы в период образования спор.
Палочки подвижны. При споруляции образуется спорангий
7—14 мк длины (чаще всего 9 мк) и 1,4—2,0 мк ширины (чаще
1,7 мк). Спорангии палочковидные, не вздувшиеся, с закруглен-
ными концами. Гранулы в палочке исчезают, и образуется спора,
которая не расширяет контур палочки, расположена ближе к од-
ному ее концу и имеет размеры 1,6x3—3,5мк. Палочки растут в
анаэробных условиях при pH=8,5—10,2 и при относительно вы-
сокой концентрации ионов калия и натрия. Возбудитель для роста
нуждается также в щелочной вытяжке из листьев яблони. В ана-
эробных средах культура растет под поверхностной окисленной
зоной в очень ограниченном слое сильного помутнения, ниже кото-
рого в глубь пробирки бактерии проникают лишь в слабой кон-
центрации. На твердой среде в анаэростате образуются небольшие
колонии неправильной, хлопьевидной формы, с контуром, напоми-
нающим косу волос, бесцветные, размером 50—150 мк. Большин-
ство клеток инокулюма па твердой среде автолизируется и коло-
ний не образует. Колонии образуются главным образом в местах,
где оканчивалось растирание инокулюма и агар остался ненару-
шенным. Рост заметен в течение 3—4 дней после посева и про-
должается 7—10 дней, после чего рост прекращается. Культуры
на искусственной питательной среде никогда не образуют спор,
однако введением насекомым вегетативных клеток можно вызвать
болезнь с характерным укорачиванием тела гусениц.
Clostridium malacosomae Bucher
Бухер считает этот штамм самостоятельным видом. Он отлича-
ется очень незначительно по размерам палочек (4—7X1 мк),спор
(1,5X2—3 мк) и спорангия (1,5—1,7X5—7 мк). Форма спорангия,
как и у предыдущего вида,— палочковидная. Основное различие
заключается в том, что С. malacosomae неподвижна как в орга-
низме Malacosoma pluviale, так и в культуре, и его требования к
питательной среде не столь строгие, как у предшествующего вида
(развивается и при некоторых отклонениях в составе среды). Об-
разует также сильное помутнение в культуре и более крупные ко-
лонии на твердых средах. В изолятах встречается значительно ре-
же, чем первый возбудитель. В смешанных культурах его можно
отличить по размеру колоний.
Штаммы необходимо пересевать еженедельно, хотя трехнедель-
ные культуры, сохраняемые в холодильнике, еще содержат хоро-
шо пересеваемые колонии. Минимальная доза для инокуляции
культуры С. brevifaciens 2000—5000 палочек в соответствии с ло-
гарифмической фазой роста. Для С. malacosomae достаточно
100 палочек. В опытах с искусственным заражением С. malacosomae
лишь в исключительных случаях вызывал гибель более 60% зара-
женных особей, даже при дозе 106 бактерий, тогда как С. brevi-
faciens при дозе 105 палочек вызывает почти 100%-ное заражение
240
гусениц. Через 16—24 часа после дачи гусеницам спор в их ки-
шечнике появляются вегетативные бактериальные клетки [36],
численность которых выше в переднем отделе кишечника, чем в
заднем. Клетки быстро размножаются. В переднем отделе кишеч-
ника развивается огромное количество палочек, и поэтому их мно-
го в жидкости при рвоте, содержащей как вегетативные клетки,
так и стадии в начале спорообразования. В заднем отделе кишеч-
ника содержатся преимущественно споры. Представляют интерес
связи бактерий с остатками пищи в кишечнике, зависящие от окис-
лительно-восстановительного потенциала составных частей пищи
в кишечнике. По отношению к некоторым частицам пищи палоч-
ки расположены вертикально (как иглы на ветке ели) и образу-
ют вокруг таких частиц заметные скопления. Через 36—48 часов
у насекомого начинают появляться признаки болезни. В это вре-
мя уже весь кишечник гусениц заполнен бактериями, которые рас-
положены скоплениями непосредственно у его стенок в складках.
При сокращении мышц и укорачивании тела гусениц сильно со-
кращается и кишечник, и в его изгибах остается уплотненная,
компактная масса бактерий, главным образом в заднем отделе,
стенки которого желтеют и просвечиваются. В течение болезни гу-
сениц в них иногда появляются вторичные микроорганизмы — кок-
ки, дрожжи и т. п., а основной возбудитель болезни часто подвер-
гается автолизу.
Ни при каких условиях не происходит проникновения и раз-
множения возбудителя в гемолимфе хозяина или в других орга-
нах тела. Весь цикл развития бактерии протекает в кишечнике.
Бухер [36] считает причиной гибели гусениц чрезмерную потерю
воды организмом за счет рвоты и поносов. Потеря воды возме-
щается за счет тканей и гемолимфы, так как поглощение пищи
прекращается. Снижение pH содержимого кишечника представ-
ляет, по-видимому, результат проникновения в него гемолимфы с
более низким pH. Укорачивание тела гусеницы вызвано сокраще-
нием продольных мышц кишечника и всего тела, а частично, как
предполагает Бухер [36], также потерей воды. Жидкость, выделя-
емая при рвоте, и поносные экскременты зараженных особей слу-
жат активными средствами распространения болезни среди насе-
комых, составляющих популяцию и живущих в тесном соседстве
в паутинных гнездах шелкопряда. В тех случаях, когда гусеница
заражается сразу после линьки, болезнь протекает на протяжении
этого возраста. Если заражение происходит позднее, гусеница ли-
няет еще раз и погибает в следующем возрасте. Здесь уместно
напомнить, что при линьке гусениц происходит освобождение и
частичная линька кишечника. Больные гусеницы, образовавшие
кокон, гибнут перед окукливанием, несмотря на то что их кишеч-
ник освобожден от пищи и большей части бактерий.
Все признаки болезни свидетельствуют о том, что бактерия вы-
рабатывает токсин, который из кишечника всасывается в тело
хозяина и вызывает сокращение мышц и другие патологические
16 Я. Вейзер
241
изменения, приводящие к гибели гусениц [36]. Появление призна-
ков болезни одновременно со споруляцией свидетельствует о том,
что токсин выделяется при автолизе спорангиев во время образо-
вания спор. Более детальных данных о токсине не имеется.
Исследования Бухера касаются лишь двух представителей ро-
да Clostridium, однако к нему относится большая группа видов
бактерий, связанных с насекомыми. Представители этой группы
интересны тем, что тело насекомого пе является собственно пита-
ющей средой, на которой развиваются микроорганизмы. Насеко-
мое лишь обеспечивает бактериям анаэробные условия и пище-
вой субстрат, которые в такой мере соответствуют их требовани-
ям, что вид маложизнеспособный на искусственных средах, раз-
вивается в насекомых активнее, чем виды, лучше растущие на
средах. С этой точки зрения следует учитывать принципиальную
разницу между бактериями из группы Bacillus thuringiensis или
В. popilliae, которые используют хозяина как субстрат для сво-
его развития, и С. brevifaciens, для которой субстратом является
содержимое кишечника гусеницы, а сама гусеница обеспечивает
бактерии лишь эти продукты и анаэробные условия в кишеч-
нике.
Бухер в своих опытах заражал также Malacosoma americanum F.
и М. disstria Hbn. смесью двух бактерий и доказал, что гусе-
ницы этих бабочек восприимчивы к болезни, однако смертность
гусениц последнего вида была незначительной. В борьбе с гусе-
ницами М. americanum в природных условиях Бухер [40] исполь-
зовал палочки бактерий, выделенных из экскрементов больных гу-
сениц и размноженных. Численность популяции вредителя при
обработке бактериями в 3-м возрасте гусениц была снижена до
такой степени, что пе было сильного объедания листьев на зара-
женных деревьях, однако обработка гусениц в 4—5-м возрасте
лишь незначительно сократила их численность. На следующий
год на обработанных биопрепаратом площадях развития болезни
не наблюдалось.
Европейский гнилец пчел
Европейский гнилец пчел — болезнь, занимающая промежуточ-
ное положение между облигатными и факультативными заболева-
ниями насекомых. Болезнь вызывается группой зависящих друг от
друга бактерий, причем некоторые из них лишь создают условия,
позволяющие другим проникать в тело хозяина и вызывать бо-
лезнь. Эта сложная ситуация была причиной, вследствие которой
изучение европейского гнильца пчел потребовало значительно
больше времени, чем изучение американского гнильца.
Так же как и американский гнилец, эта болезнь космополи-
тична, т. е. распространена повсюду, где развито пчеловодство.
Европейский гнилец менее опасен, чем американский, хотя встре-
чается значительно чаще. Пораженные европейским гнильцом пче-
242
линые семьи легче переносят болезнь и восстанавливаются, одна-
ко терапия значительно более сложна.
В отличие от американского гнильца, при котором зараженные
личинки пчел сосредоточены на сомкнутых, сплошных участках сот,
при поражении европейским гнильцом больные личинки рассредо-
точены поодиночке по сотам. Больные личинки с типичными при-
знаками септицемии утрачивают подвижность, желтеют, затем бу-
реют и со временем гибнут. Тело мертвых личинок разжижается,
но не становится клейким, резиноподобным, как при заболевании
американским гнильцом. Ткани тела преобразуются в бактери-
альную массу, хорошо видны просвечивающие трахеи. Кутикула
постепенно разрушается, и содержимое тела личинки выливается
в ячейку. Тело в шкурке ссыхается и легко отделяется от дна
ячейки.
Личинки гибнут еще до закрытия ячеек или в фазе предкукол-
ки после закрытия ячеек. Трупы личинок отличаются от погиб-
ших от американского гнильца иной окраской, а запах от них на-
поминает старое, тухлое мясо. Куколки заражаются в исключи-
тельных случаях, взрослые пчелы никогда не заражаются.
В 1885 г. Чешайр и Чейн описали бактерию Bacillus alvei как
возбудителя европейского гнильца. Позднее Маассен наблюдал
эту палочку обычно вместе со стрептококком, которого он считал
совместным возбудителем болезни. Уайт [264] выделил из обычной
микрофлоры кишечника больных личинок пчел короткую палочку,
которую назвал Bacillus pluton, причем он считал, что опа являет-
ся возбудителем гнильца. Такие виды бактерий, как Bacillus al-
vei, Streptococcus apis, Achromobacter eurydice и Bacillus lateros-
porus, он считал первоначальными загрязнителями. Позднее вы-
яснилось, что Bacillus pluton White [264] является собственно
стрептококком Streptococcus pluton White. Из обширной группы
сапрофитов в кишечнике личинок пчел единственным совместным
возбудителем гнильца оказался Bacterium (Lactobacillus) eurydi-
ce White, а все другие виды не имеют большого значения в воз-
никновении болезни. Ниже приводится описание обоих видов воз-
будителей, которые таксономически далеки друг от друга, но с
обоими связана этиология единой болезни. Лишь после того, как
была подобрана питательная среда для культивирования обеих
бактерий и появилась возможность их опытного применения в чи-
стой культуре, оказалось возможным подтвердить гипотезу о си-
нергическом действии этих двух видов бактерий в возбуждении
европейского гнильца пчел. Бейли [12, 14] первый доказал, что
Streptococcus pluton очень сильно размножается в анаэробных
условиях в кишечнике личинки пчелы и создает условия (ослаб-
ление питания, и, по-видимому, интоксикация метаболитами), ко-
торые открывают кишечник личинки для вторичных паразитов-са-
профитов, каким является Lactobacillus eurydice и ряд других
видов.
16*
243
Streptococcus pluton White
Бейли [12] для культивирования этой бактерии применял сре-
ду, содержащую 1% глюкозы, 1%' дрожжевого экстракта, 1,36%
КН2РО4 и 2% агара, на которой в анаэростатических условиях
под смесью водорода и СО2 вырастали белые, выпуклые, круглые
колонии диаметром 1—-1,5 мм. В проходящем свете колонии име-
ли коричневатый цвет и не просвечивались. В анаэробных услови-
ях в колониях размножались кокки диаметром 0,8 мк, в большин-
стве двойные, со слабо выраженной оболочкой.
При переносе на аэробную среду после некоторой задержки
вырастали плоские колонии диаметром 3 мм, зернистые, серые
в отраженном свете и коричневатые в проходящем. В таких ко-
лониях, со слегка волнистыми краями, вырастали палочки, длина
которых в 2—3 раза превосходит ширину. Если такую культуру
вновь переносили в анаэробную среду, опять вырастали кокки.
Эта смена форм бактерий в прошлом вызывала частые недора-
зумения. Оптимальный рост культуры происходит лишь в анаэроб-
ных условиях. Пептон в среде препятствует росту культуры. Тем-
пературный оптимум бактерии 35° С.
Lactobacillus eurydice White [266]
Бактерия встречается в кишечнике больных личинок пчел в
виде палочки длиной 0,5—2 мк. Спор не образует. Растет на обыч-
ных бактериологических средах, образуя плотные, с трудом сус-
пендируемые в воде, серые, просвечивающиеся колонии. Растет
также на среде, применяемой для культивирования S. pluton. На
мясопептонном агаре образует мелкие, гладкие, сероватые коло-
нии, вокруг которых позднее появляется более светлая зона.
В бульоне слабый рост наблюдается через 4 дня в виде легкого
помутнения и осадка. Желатин не разжижает, лакмусовое моло-
ко не изменяет, образует кислоту из глюкозы, а фруктозу и лак-
тозу не использует. Кровяной агар не гемолизирует. Реакция на
каталазу отрицательная или очень слабая. Реакция с метиленовой
красной, Воже—Проскауера и индоловый тест-—отрицательные.
Имеющиеся данные показывают, что Lactobacillus eurydice,
размножаясь в кишечнике личинок пчел, создает условия, бла-
гоприятные для Streptococcus pluton, который затем вызывает
септицемию. Вместе с последним видом размножается также
и другая бактерия Streptococcus faecalis, известная как возбуди-
тель других септицемий насекомых. Для эпизоотологии этой болез-
ни характерно, что заражение пчелиных семей первым или вторым
видом бактерий внешне проходит незаметно, без признаков забо-
левания.
Лишь в том случае, когда в одной и той же особи встреча-
ются обе инфекции, развивается смертельная септицемия. Этим
объясняется спорадичность проявления болезни в семьях пчел.
244
Европейский гнилец намного менее опасная болезнь, чем аме-
риканский, так как никогда не вызывает эпизоотий, что, однако,
затрудняет борьбу с ним. Препараты сульфонамидов неэффектив-
ны против европейского гнильца, хотя некоторые из них успешно
применяются против американского гнильца.
Из антибиотиков пригодны ауреомицин и террамицнн. Наибо-
лее эффективна дезинфекция физическими и химическими сред-
ствами. При 63° С S. pluton погибает в воде через 10 минут. Мед
для обеззараживания от бактерий необходимо нагревать до 79° С
в течение 10 минут. В сухих материалах инфекция сохраняется
около года и устойчива к солнечным лучам. Наилучшие средства
для дезинфекции — формалин, сода или едкий натр.
Факультативные возбудители болезней
Как уже упоминалось, факультативные возбудители болезней
могут проникать в насекомых и вызывать септицемию, хотя они
и не выделяют токсинов, как виды из ранее описанных групп бак-
терий. Следует, однако, отметить, что факультативные возбуди-
тели выделяют продукты обмена, накопление которых в организме
насекомого в больших количествах может в такой степени повре-
дить кишечник, что это позволяет бактериям проникать в эпите-
лий кишечника и даже в полость тела, и они, размножившись
там, вызывают гибель хозяина. Группа факультативных возбуди-
телей болезней фактически отличается от бактерий, обусловлива-
ющих септицемию лишь незначительными признаками, и только
несколько видов таких бактерий можно отнести к подлинным эн-
томопатогенным видам, если они проникают в пищеварительную
систему насекомых в огромных количествах. В эту группу автор
считает возможным включить только представителей родов Pse-
udomonas и Cloaca.
Болезни насекомых, вызываемые бактериями рода Pseudomo-
nas. При искусственном разведении или у взятых из природных
условий насекомых иногда встречаются септицемии, характерные
тем, что из мертвых гусениц на влажной фильтровальной бумаге
или в воде выделяется отчетливо флуоресцирующая бактериаль-
ная масса с желтоватым или зеленоватым пигментом. В литерату-
ре много данных об обнаружении в насекомых бактерий рода
Pseudomonas, однако в большинстве случаев не указываются пу-
ти их проникновения. Можно допустить два основных объяснения,<
каким образом бактерии этого рода становятся причиной септи-
цемии: они занесены в организм насекомого энтомопатогенными
нематодами или проникли в полость тела через стенки кишечни-
ка после его интоксикации выделяемым ими токсином.
Вейзер [253, 259] установил, что нематоды из рода Neoaplecta-
па заносят в полость тела насекомых бактерии, которых они по-
глотили из содержимого пищеварительного тракта насекомого при
прохождении через его кишечник.
245
В теле насекомого эти бактерии освобождаются, размножают-
ся и служат пищей для нематод. В тех случаях, когда размноже-
ние бактерий опережает потребление их нематодами, возникает
септицемия хозяина и последний погибает. Развитие нематод про-
должается в теле мертвого насекомого, которое превращается в
сплошную колонию бактерий.
В разных видах нематод рода Neoaplectana обитает несколько
разных микроорганизмов. Установлено [137], что бактерия Pseu-
domonas aeruginosa является спутницей нематоды Neoaplectana
carpocapsae от первой ее личиночной стадии до взрослой особи.
Бактерия хорошо приспосабливается к условиям в организме не-
матоды, и симбиоз их очень прочный. На некоторых стадиях раз-
вития нематоды в ней, помимо Pseudomonas aeruginosa, обитают
и другие бактерии, как, например, Proteus morgani, но Р. aerugi-
nosa сопутствует главным инвазионным стадиям личинки немато-
ды, которые заражают нового хозяина.
Вместе с тем Р. aeruginosa — это один из очень обычных ви-
дов бактерий, встречающихся в насекомых и в тех случаях, когда
не происходило ее переноса нематодами. Лысенко [137, 140], уде-
лявший много внимания таксономии группы Pseudomonas, искус-
ственно заражая путем инъекции гусениц большой вощинной мо-
ли, с постепенным снижением числа бактерий в дозе, установил,
что LD50 для данного вредителя равна трем клеткам на особь или
менее. Эта доза настолько мала, что, по всей вероятности, помимо
бактерии, патогенность обусловлена также каким-то токсином.
Лысенко действительно удалось выделить из культур Р. aerugi-
nosa токсин, который в определенной концентрации вызывал ги-
бель гусениц вощинной моли и способствовал проникновению
бактерий в полость тела гусениц.
Заражение бактерий Pseudomonas aeruginosa достигается при
инфицировании гусениц нематодами, содержащими бактерий, од-
нако при вскрытии зараженных насекомых нематод в них не об-
наруживается. Это происходит в <тех случаях, когда переносчик
(личинка нематоды) проник в тело хозяина, занес инфекцию, но
не оставил потомства, так как отсутствовали особи другого пола.
Датки (частное сообщение) в ряде случаев находил нематод в
мертвых гусеницах по наличию Pseudomonas или по наличию дру-
гих бактерий, секреторные выделения которых светились в ультра-
фиолетовом свете.
Pceudomonas aeruginosa Scliroeter
Как и большинство бактерий этой группы, Р. aeruginosa ха-
рактеризуется образованием желто-зеленого, растворимого в воде
флюорохрома, который постепенно слегка окрашивает питатель-
ную среду. Грамотрицательная бактерия образует палочки раз-
мером 0,5—0,6X1,5 мк с бесформенными слизистыми оболочками.
Палочки подвижные, хорошо окрашиваются, спор не образуют.
246
На агаре вырастают большие, серые, слегка выпуклые колонии,
более темные в центре, с просвечивающими неправильными края-
ми. Культура бактерий имеет рыбный запах благодаря метил-
амину и аммиаку, которые образуются в пептоновых средах.
Желто-зелепый пигмент, помимо желтого флюоресцина, содержит
также и синеватый пиоцианин, извлекаемый хлороформом. Возбу-
дитель хорошо растет на большинстве обычных сред, использует
многие сахара как источник углерода, быстро разжижает жела-
тин, гемолизирует кровяные среды, образует каталазу, сильно ре-
дуцирует нитраты и нитриты и окисляет глютонат калия [135].
Бактерию можно культивировать в больших количествах и па за-
водских средах с кукурузным экстрактом в качестве источника
азота. Выживание бактерий при хранении непродолжительно, вы-
сушенные клетки погибают через 24 часа, но лиофилизированный
материал сохраняет жизнеспособность в течение трех и более лет.
В ферментационной жидкой среде при хранении на холоду бак-
терии без существенной потери вирулентности живут до 6 дней.
В мертвых гусеницах инфекционность возбудителя сохраняется
несколько недель.
Pseudomonas aeruginosa развивается очень быстро и губит
своего хозяина через 24 часа после проникновения (с нематода-
ми) в полость тела. Размножение бактерий при таком способе
заражения происходит прежде всего в гемолимфе, лишь затем
возбудитель проникает в другие органы, и в последнюю очередь
поражается жировое тело. Внутри тела гусеницы создаются ус-
ловия, которые нельзя признать анаэробными, так как здесь раз-
виваются и нематоды. При пероральном заражении высокими
дозами возбудителя происходит интоксикация кишечника продук-
тами обмена и токсином бактерии. Эпителий кишечника разрых-
ляется, и бактерии проникают в межклеточные пространства, за-
тем в клетки и отсюда в гемолимфу. Дальнейшее развитие болез-
ни происходит так же, как и при заносе инфекции нематодами в
полость тела. Па развитие болезни в организме хозяина, в осо-
бенности на время его гибели и накопление конечной массы воз-
будителя, влияют температура и влажность.
Лысенко [137, 140], выделивший токсин, описывает его как про-
дукт белкового характера, недиалистатирующий, термостабиль-
ный, относимый к протеазам. Инактивируется при 60—75° С через
10 минут, при 25° С через 18 часов. После лиофилизации очень
устойчив. В культуральной среде его можно осадить сернокислым
аммонием. Ионы кальция не инактивируют токсин, и его можно
подавить 10—4М фенилтиомочевиной. На некоторых средах ток-
син не образуется, хотя бактерии растут хорошо. Инъекция гусе-
ницам большой вощинной моли этого возбудителя снижает актив-
ность дыхания и вызывает быстрое почернение гусеницы. Это, по-
видимому, связано с метаболизмом фенолоксидаз и системой
сильных протеолитических ферментов, которые образуются в ток-
сине Р. aeruginosa.
247
Перечень хозяев Р. aeruginosa включает подавляющее боль-
шинство видов насекомых, восприимчивость которых к болезни
зависит только от способа проникновения в них возбудителя. Ин-
фекция, переносимая нематодами, вызывает септицемию и гибель
гусениц яблонной плодожорки, непарного, тутового и кольчатого
шелкопрядов, яблонной моли, репной белянки, личинок колорад-
ского жука, майского и июньского хрущей, комнатной мухи, а
также Hibernia defoliaria L., Dendrolimus pini L., Mamestra bras-
sicae L., Antherea pernyi Guer., Saperda carcharias L., Cryptor-
rhynchoides lapathi L., Neodiprion sertifer Geoffr., Acantholyda ne-
moralis Thoms., Culex pipiens L. и Aedes vexans Meig.
Развитие болезни в некоторых хозяевах протекает очень быст-
ро (до 20 часов), в других видах продолжается 3—5 дней.
В некоторых случаях заражение насекомых Р. aeruginosa про-
исходило при заражении хозяев в лабораторных условиях, когда
насекомые были поранены или подвергались химическому воздей-
ствию. Сюда относятся прежде всего эпизоотии, возникавшие при
искусственном разведении в лабораторных условиях Melanoplus
mexicanus Sauss., М. bivittatus Say, M. packardi Scudd. и Camnula
pellucida Scudd., которые описаны Бухером и Стефенс [43]. Эти
эпизоотии возникали в результате постепенной аккумуляции воз-
будителя в помещениях, где разводили насекомых, в связи с кан-
нибализмом насекомых, находящихся в тесных изоляторах при
ненормальном (в сравнении с природным) питании.
Опыты с искусственным пероральным заражением дали лишь
частичные результаты [43], поскольку достигалась гибель неболь-
шого процента насекомых через 7—21 день после заражения. При
пероральном заражении LD50 для Melanoplus bivittatus составля-
ла 8—29Х103 бактериальных клеток на одну гусеницу, причем эта
доза снижалась в 6,4 раза, если насекомым одновременно давали
муцин [204]. Опрыскивание бактериальной суспензией и разбра-
сывание зараженных возбудителем приманок на зараженных са-
ранчой территориях не дали сколько-нибудь заметного результа-
та, хотя применялись дозировки препарата до 10 кг/га с содержа-
нием в 1 г 5Х109 бактериальных палочек. Инъекция культуры
Р. aeruginosa вызывала гибель 50%' саранчи Melanoplus bivittatus
при дозе 10—20 бактериальных клеток на одну особь. LDs0 для
совки Еихоа ochrogaster Guen. составляет 74 бактериальные клет-
ки на особь. В упомянутых ранее опытах Лысенко [137] для гусе-
ниц большой вощинной моли достаточно было всего трех клеток
на особь.
Pseudomonas apisepticus Burns.
Бернсайд [53] обнаружил у пчел бактериальную септицемию,
вызываемую Pseudomonas apisepticus. Болезнь характеризуется
тем, что пораженные пчелы не могут летать и передвигаются по
земле скачками или ползком, но движения их некоординирован-
248
ные. Болезнь поражает обычно всю семью, главным образом вес-
ной. В гемолимфе больных пчел, взятой в стерильных условиях,
можно обнаружить множество бактериальных палочек, которые
развиваются в ней до момента гибели пчелы. Опыты с искусст-
венным заражением показали, что септицемия развивается, если
возбудитель попадает на покровы тела пчелы в большом количе-
стве при смачивании, в то время как с пищей заражение переда-
ется очень редко. Уже через 2 часа после смачивания насекомого
бактериальной суспензией возбудитель оказывается в гемолимфе.
Окрашиванием было установлено [272], что возбудитель проникает
в тело пчелы не через трахеи. Оба автора — Вилле и Пинтер — в
последние годы выделили несколько штаммов, которые слегка от-
личаются от исходного по требованиям к питательной среде и по
биохимическим свойствам. Возбудитель имеет практическое
значение лишь в том случае, если ему сопутствуют определенные
стрессоры, способствующие размножению бактерий в ульях или
вблизи от них, и способствуют переносу возбудителя на тело пчел
(влажность). Распространению болезни способствует и то, что те-
ло пчелы, погибшей от септицемии, при легком прикосновении к
нему разрывается в сочленениях сегментов и распадается на от-
дельные части. Болезнь, вызываемая Pseudomonas apisepticus,
распространена во всех местностях, где имеется пчеловодство, но в
большинстве случаев пчеловоды ее по замечает, и лишь когда
климатические факторы способствуют сильному проявлению бо-
лезни на большой территории, она привлекает внимание, и такие
случаи регистрируются.
Pseudomonas chlororaphis (Gignard et Sauvageau)
Болезнь, вызываемая этой бактерией, ничем особенным не от-
личается от других болезней, вызываемых бактериями рода Pse-
udomonas. От болезни, вызываемой Р. aeruginosa, она отличается
лишь взаимосвязями с насекомыми. Эта бактерия является слу-
чайным возбудителем септицемии, возникающей при наличии вспо-
могательного фактора. Возбудитель морфологически и физиологи-
чески мало отличается от ранее описанных, в культуре не образу-
ет пиоцианин и лишь иногда образует пигмент хлорорафин. Отли-
чается от предыдущих также по распространению в видах насеко-
мых. Возбудитель был обнаружен в кишечнике Cacoecia crataega-
па. Кудлер и др. [124] изучали его в опытах борьбы против раз-
множившихся в массе Cacoecia crataegana в Литовле. Опыты
проводились в низинном влажном лесу на изолированных участ-
ках. В качестве возбудителей использовали Р. chlororaphis, Р. ге-
ptilivora, В. thuringiensis и Klebsiella pneumoniae. Установлено,
что применение бактерий на ограниченных площадях при расходе
10 л/га суспензии, содержащей в 1 мл 14Х108 бактериальных па-
лочек, болезнь поражала 30% гусениц. Анализ собранных гусениц
показал, что часть их была поражена также энтомофторовыми
249
грибами и микроспоридиями, но гибель большинства гусениц бы-
ла вызвана бактериальной септицемией. Оценивая результаты
этого опыта, необходимо учитывать, что он проводился в очень
благоприятных условиях, способствовавших возникновению срав-
нительно широкой, искусственно вызванной эпизоотии.
Pseudomonas fluorescens Fliigge
Эта бактерия известна из литературы по нескольким случаям
обнаружения ее у насекомых. Возбудитель был выделен из гусе-
ниц озимой совки, собранных в окрестностях Воронежа, где отме-
чено широкое развитие септицемии в 1925 г. Вспомогательным
фактором (а по нашим данным — основным) была грибная бо-
лезнь (вероятно, вызванная Tarichium megaspertnutn), благодаря
чему Pseudomonas проявила себя как фактор, вызывающий сеп-
тицемию во второй период течения болезни. Pseudomonas fluores-
cens и близкий к этому возбудителю Р. seplica обычны в пище-
варительном тракте насекомых и у особей, погибающих от других
болезней, например от полиэдроза, болезней, вызываемых про-
стейшими, некоторыми грибами и т. д., переходят в другие ткани.
Болезнь, вызываемая этим возбудителем, часто проявляется у на-
секомых при поранениях, укусах другими насекомыми и т. п.
ГРУППА ENTEROBACTER CLOACAE JORDAN
В 1910—1912 гг. д’Эрелль [97—99] изучал па полуострове Юка-
тан болезни саранчи, залетающей туда из Гватемалы. Наблюда-
лась очень высокая смертность саранчи, особенно в 1912 г., когда
популяция была заражена в такой степени, что дальнейшая ми-
грация саранчи прекратилась и стан саранчи не причинили суще-
ственного вреда в Мексике. Д’Эрелль выделил из трупов саран-
чи несколько штаммов возбудителя и установил, что всюду, где
погибала саранча, в ее трупах имелась небольшая грамотрица-
тельная палочка, которую он назвал Coccobacillus acridiorum.
Д’Эрелль считал ее возбудителем болезни и путем инъекции до-
казал ее вирулентность для саранчи, установив в то же время, что
последовательными пересевами можно повысить вирулентность
этого возбудителя. Штаммы, которые вызывали гибель саранчи
не позднее чем через 8 часов после инъекции, оказались пригод-
ными для применения в природе. Такого усиления вирулентности
он обычно достигал после нескольких пересевов, для наиболее
эффективного штамма максимум после 12.
Д’Эрелль разработал метод массового размножения возбуди-
телей, описанный в его работе 1912 г. [98]. Результаты этой ра-
боты, естественно, возбудили большой интерес к новому методу
борьбы с саранчой, особенно после сообщения д’Эрелля о массо-
вом заражении стай вредителей, приводившем к гибели всех
250
особей, в итоге чего массовое размножение саранчи в ее постоян-
ных очагах было подавлено и в течение следующих 3—4 лет вы-
лета стай саранчи из очагов размножения не происходило. Ус-
пешным было и применение д’Эреллем этой бактерии в Аргенти-
не, Тунисе и Алжире. Однако уже тогда Серджент! и л’Эритье
[171] установили, что для получения вирулентного штамма, спо-
собного вызывать гибель саранчи через 8 часов после заражения,
необходимо не 12 пересевов, а более пятидесяти. Опыты с Соссо-
bacillus acridiorum проводились разными авторами и в разных
странах. В большинстве они оказались безуспешными, так как ис-
следователи не обладали достаточными знаниями и опытом ми-
кробиологической работы, однако часто причиной неудач была
фактическая неэффективность используемого возбудителя. Вся ис-
тория применения С. acridiorum в борьбе с саранчой свидетельст-
вует о том, что бактериолог должен уметь устанавливать, явля-
ется ли возбудителем болезни действительно бактерия или какой-
либо иной микроорганизм — простейшее, гриб, нематода и т. п.,
которые фактически вызвали эпизоотию. Следует отметить, что в
этом отношении со времен д’Эрелля положение не изменилось.
Когда Глезер в 1918 г. [74] проверял известные штаммы С. ac-
ridiorum д’Эрелля из разных коллекций, он установил, что лишь
некоторые из них по морфологии напоминали исходный штамм и
ни один не соответствовал ему по вирулентности. Штейпхауз
[178] проверял некоторые штаммы и отнес их к виду Aerobacter
aerogenes Kruse. Лысенко [131] вновь сравнивал свойства пяти
доступных ему штаммов из мировых коллекций и установил, что
наиболее типичным является штамм, который после выделения
его д’Эреллем прошел через коллекции Уайта и Листера и лишь
после этого попал в коллекцию Штейнхауза. Этот штамм был
идентифицирован как Cloaca cloacae Jordan и в настоящее время
включен в род Enterobacter как Enterobacter cloacae Jordan.
В настоящее время совершенно невозможно установить, имела
ли место в работах д’Эрелля завышенная оценка результатов, или
смешанная инфекция, или же использовался особенно вирулент-
ный, в настоящее время утраченный, штамм возбудителя. Весьма
вероятно, что все указанные причины повлияли па результаты ра-
бот других исследователей. Установлено, что разные штаммы
Е. cloacae обычно встречаются в кишечнике здоровой саранчи, и
таким образом эти условия благоприятны для развития данной
бактерии. Хотя в истории использования Coccobacillus acridiorum
много неясного, заслуживает внимания одна особенность. По дан-
ным д’Эрелля, его штамм вызывал гибель саранчи быстрее чем
за 8 часов. В то же время ни один из штаммов, сохранившихся
в разных коллекциях, не вызывает гибель саранчи раньше чем че-
рез 6 дней, несмотря на то что применялась доза 1ХЮ6 бактери-
альных клеток [37]. Штамм Е. cloacae, выделенный непосредствен-
но перед применением, вызывал гибель саранчи при дозе 1X Ю5
палочек, но опять лишь через 6 дней. Эти различия свидетель-
251
ствуют о том, что независимо от того, был ли С. acridiorum иден-
тичен Е. cloacae или же другим видам бактерий, используемый
д’Эреллем возбудитель имел более высокую вирулентность, а со-
временные штаммы этим свойством не обладают. Попытки Бухера
[37] повысить вирулентность современных штаммов не были столь
успешными, как у д’Эрелля. В связи с этим можно полагать, что
имеется надежда выделить штамм, который д’Эрелль получил из
случайной эпизоотии.
Enterobacter cloacae штамм acridiorum, который сохранился
в культуре, представляет собой короткие, малоподвижные, грам-
отрицательные палочки размером 0,5—1X1—2 мк, хорошо окра-
шивающиеся анилиновыми красителями. Возбудителя можно куль-
тивировать на обычных питательных средах в аэробных условиях.
На МПА образует белые плоские, часто слизистые колонии.
В бульоне он вызывает помутнение с образованием слабой по-
верхностной пленки. Оптимальная для роста температура
30—37° С.
Возбудитель паразитирует в разных видах саранчи. Первона-
чально он был выделен из Schistocerca pallens Thunb., в дальней-
шем им заражались S. paranensis Burm., S. peregrina Oliv., Ca-
loptenus sp., Stauronotus maroccartus Stal., Tropidacris dux Drury,
Melanoplus bivittatus Say, M. mexicanus atlantis Riley, M. femur-
rubrum Deg., M. differentialis Thos., Dissosteira Carolina L., Cam-
nula pellucida Scudd., Stenobothrus curtipennis Scudd., Xiphidium
sp. и Schistocerca shoshona Thos. Маловосприимчивыми оказались
Locusta migratoria migratorioides R. et F., Zonocercus elegans
Thumb., Oedaleus nigrofasciatus Deg. [178] и гусеницы некоторых
видов бабочек, например тутового шелкопряда [132]. Из саранчи,
собранной в природных условиях, возбудитель был выделен уже
после опыливания ее бактериальным препаратом, однако микро-
флора до опыливания пе была исследована.
По данным д’Эрелля и сотрудников, признаки болезни начина-
ют проявляться через 1—48 часов; инкубации: саранча переста-
ет питаться, и ее движения становятся некоординированными.
Позднее насекомые не могут даже прыгать и забираются в укры-
тия под кустарники и другие растения. Задние ноги судорожно
сведены крестообразно, насекомые падают набок и не способны
принять нормальное положение. Лишь в конечной фазе болезни
наблюдаются поносы с выделением темных, слизистых экскремен-
тов. В период коматозного состояния бактерии проникают в по-
лость тела саранчи и вызывают общую септицемию, в результате
чего тело саранчи темнеет, а затем разлагается.
Д’Эрелль сообщал об этой болезни как об очень быстро рас-
пространяющейся эпизоотии, которая в течение недели охватыва-
ет обширные, заселенные саранчой площади. Если согласиться с
тем, что этот возбудитель действительно был очень вирулентен,
такое исключительно быстрое распространение болезни на мест-
ности очень необычно. По-видимому, на быстрое развитие эпи-
252
зоотии влияли также климатические факторы и собственная ки-
шечная микрофлора популяции саранчи.
Помимо исторического штамма acridiorum, вид Entobacter clo-
acae был выделен из нескольких видов насекомых, где он сопут-
ствовал разным типам септицемии. Штейнхауз в 1954 г. обнару-
жил эту бактерию в гусеницах картофельной моли. Лысенко
[133] выделил этот штамм из мертвых гусениц непарного шелко-
пряда, сосновой пяденицы (Bupalus piniarius L.) и американской
белой бабочки. Возбудитель был выделен также из личинок Chi-
ronotnus plumosus L., Saperda carcharias L., Xyloterus lineatus
Oliver и других видов. Юрпэн и Ваго [103] обнаружили очень
близкий штамм в личинках хрущей и описали его как Aerogenes
sp. Еще один штамм был обнаружен в личинках хрущей в Чехо-
словакии. Дальнейшие штаммы были изолированы из саранчи и
кузнечиков [38] и / обозначены как типы А, АВ и В. При ана-
лизе бактериальной флоры 20 000 саранчовых в Канаде (главным
образом виды Melanoplus bilituratus Walker, М. bivittatus Say,
M. packardi Scudder и Camnula pellucida Scudder). Бухер уста-
новил, что тип В встречается относительно часто, в то время как
тип А очень редко. Ни в одном 'случав,эти штаммы по своей
вирулентности не соответствовали первоначальному штамму
д’Эрелля.
Пессоп и др. обнаружили в личинках большого ильмового за-
болонника Scolytus scolytus F. и заболонпика струйчатого S. mul-
tistriatus Marsch. штамм, который они назвали scolyti. Среди ли-
чинок большого ильмового заболонника встречались погибшие
особи, зараженные этим штаммом. Не исключено, что причиной
гибели этих личинок были клещи, например Pyemotes herfsi Krczal,
которые уколами умертвили личинок, после чего в их трупах
размножились бактерии, проникшие в полость тела из кишечника.
Enterobacter cloacae
и меланоз пчел
Фиг [73] описывает меланоз яичников пчелиной матки, вызыва-
емый бактерией, биохимические свойства которой такие же, как
и Enterobacter cloacae. Болезнь, которую удалось вызвать искус-
ственно переносом возбудителя на здоровых особей, поражает
только половые органы пчелиных маток Apis mellifera L. С раз-
витием палочек бактерий, снабженных перитрихиальными жгути-
ками, в нижней части яйцевых трубок матки образуются мелкие,
черные пятнышки, которые постепенно заполняют сплюснутые
овариолы. От болезни, вызываемой грибком, бактериальный ме-
ланоз отличается тем, что черные узелки по размеру меньше, чем
первоначально были яйцевые трубки. Фигу и Хублеру удалось по-
лучить этого возбудителя в культуре, но после трех пересевов
культура дегенерировала. Этот признак не соответствует тому,
что известно о Е. cloacae. Почернение — меланоз пораженных
253
клеток, это реакция тканей яйцевых трубок на развитие бактерий.
Следствием болезни является бесплодие пчелиных маток.
Исследования, проведенные и опубликованные Бухером [37],
Лысенко [131] и Штейнхаузом [178], были направлены прежде
всего на детальное изучение распространения штаммов Е. cloa-
cae в биоценозах. Несмотря на сказанное выше, мы не видим до-
статочных оснований исключать возможность выделения такого
штамма этого возбудителя, который по вирулентности соответ-
ствовал бы штамму, описанному д’Эреллем.
Serratia marcescens Bizio
Бактерия S. marcescens Bizio часто упоминается в работах,
посвященных септицемиям насекомых, потому что ее культуры
имеют яркий красный цвет, позволяющий их легко диагностиро-
вать. С того времени, когда появление в нетронутом хлебе или об-
латках «крови», т. е. культуры этой бактерии, приводило к погро-
мам, изучению данного возбудителя, не имеющего большого зна-
чения в патологии насекомых, уделялось много больше внимания,
чем он заслуживает. Помимо типичного, ярко-красного штамма,
в насекомых обнаружены очень многочисленные штаммы этой бак-
терии, не образующие пигмента и поэтому отнесенные к самым
разным группам (Bacillus noctuarum White, В. sphingidis White,
Bacterium leptinotarsae White и т. д.).
Serratia marcescens Bizio представляет собой подвижные, грам-
отрицательные короткие палочки или кокки 0,5—1 мк длины и
0,5 мк ширины, хорошо окрашиваемые анилиновыми красителями.
На МПА образуют округлые, плоские, блестящие колонии, внача-
ле белые, а затем краснеющие. Пигмент образуется при темпера-
туре выше 30° С. Сбраживает сахарозу, маннит, салицил, мальтозу,
трегалозу. Некоторые штаммы сбраживают также адонит, ино-
зит, ксилозу и вызывают газовое брожение глюкозы. Не использу-
ет лактозу, дульцит, сорбит, рамнозу, /-арабинозу и раффинозу.
Индола не образует. Тест с метиленовой красной отрицательный.
Реакция Воже—Проскауера на нйтрат аммония и цианид — поло-
жительная. Наиболее распространенный в телах насекомых вид.
Был выделен более чем из 20 разных видов бабочек, из личинок
жуков, пилильщиков, из кузнечиков, саранчи и тараканов [38, 133,
148, 187, 259].
Данных о смертности насекомых, вызванной этим возбудите-
лем, имеется много. Уайт [267] наблюдал в природе эпизоотию
на колорадском картофельном жуке, Пейо в 1916 г. сообщал о
гибели во Франции личинок майского хруща, вызванной этим воз-
будителем, ранее известным под названием Bacterium melolonthae
liquefaciens. Болезнь обнаруживали также Юрпэн и Ваго [103].
Масера [148] наблюдал заболевание в выкормках тутового шелко-
пряда, где оно иногда вызывало высокую смертность гусениц.
Иной, не образующий пигмента штамм этого возбудителя, обнару-
254
женный в кишечнике шелкопряда, оказался идентичным с Bacil-
lus noctuarum White. У зараженных особей насекомых вначале не
заметно каких-либо изменений в окраске и лишь к концу разви-
тия болезни, когда они уже лежат без движения, появляется за-
метное покраснение. При заражении штаммами, не образующими
пигмент, погибающие насекомые имеют цвет от серого до бурого.
Во всех описанных Масерой случаях он имел дело с популяцией,
пораженной каким-то вспомогательным фактором. Этот же автор
[148] получил определенные положительные результаты, применяя
выделенные им штаммы S. marcescens против гусениц стеблевого
мотылька. У насекомых, обитающих в воде, Serratia marcescens —
наиболее обычный микроорганизм, сопутствующий септицемиям
после резкого изменения содержания кислорода в водоеме. Возбу-
дитель проникает в ткани насекомых, и после нескольких часов
наступает вначале желтоватое помутнение гемолимфы, которая
затем становится мутно-красной. Случаи такого проявления болез-
ни наблюдали у личинок ручейников, мошек, поденок и комаров.
Развитию болезни не препятствует перенесение зараженных насе-
комых в чистую проточную воду.
При разведении насекомых в лабораторных условиях болезни,
вызываемые S. marcescens, обычны. Стефенс [203] установила для
Melanoplus bivitlatus LD5o, равную при пероральном введении
28 000 клеток, а при инъекциях 14 клеток на одну особь. Для
таракана Blatta orientalis L., но данным Хеймнела и Веста, LD50,
при пероральном введении равна 38 000 клеток. Стефенс [203], при-
меняя смесь данного возбудителя с Р. aeruginosa, не добилась
усиления инфекционности; в мертвых особях всегда преобладала
Р. aeruginosa. Широкие испытания, которые провел с этой бак-
терией Штейнхауз [187], показали, что действие стрессоров не под-
чиняется точным закономерностям. Опыты практического исполь-
зования этого возбудителя, которые были проведены Масерой [148],
не дали результатов, доказывающих возможность практического
использования этой бактерии против насекомых.
Бактерии, вызывающие септицемию у насекомых
В эту группу бактерий, которые наиболее часто встречаются в
телах насекомых, входит большое число видов, то есть все виды,
которые способны развиваться на субстрате тела насекомых. Из
ранее описанных болезней упомянем возбудителя европейского
гнильца пчелиной детки и разные виды из родов Pseudomonas и
Enterobacter. Многочисленными исследованиями было установле-
но, что представители родов Aeromonas, Alcaligenes, Achromo-
bacter, Flavobacterium, Escherichia, Klebsiella, Serratia, Haffnia,
Proteus, Streptococcus и Brevibacterium способны развиваться в
организме насекомых, обычны в их пищеварительном тракте и яв-
ляются возбудителями септицемии. В некоторых случаях они вы-
зывают гибель столь многочисленных популяций насекомых, что
255
таких возбудителей, вероятно, следует относить к подлинным эн-
томопатогенным организмам. Однако если такие виды выделить и
размножить на искусственных средах, то применение этой бакте-
риальной культуры для искусственного заражения насекомых не
дает желательных результатов. При описании возбудителей труд-
ность состоит в том, что некоторые виды из этой группы не вызы-
вают специфических заболеваний, которые отличались бы по своему
развитию или по результатам. Когда какой-либо возбуди-
тель из указанных выше родов попадает в полость тела насеко-
мого, болезнь протекает почти одинаково: микроорганизм размно-
жается в гемолимфе, лишает органы тела насекомого питательных
веществ, выделяет продукты обмена и губит хозяина. После смер-
ти хозяина бактерии проникают во все ткани его тела, которые
становятся субстратом для массового размножения возбудителя.
В большинстве случаев, в связи с тем что в тело хозяина про-
никает и песпсцифпческая микрофлора, происходит смешанная ин-
фекция несколькйми видами микроорганизмов, которых можно
одновременно обнаружить в мертвом насекомом. Описания раз-
личных септицемий насекомых очень стереотипны, и для опреде-
ления выделяемых микроорганизмов следует пользоваться наибо-
лее полными определителями, например определителем Берджи и
другой подобной литературой.
В последующем обзоре основное внимание уделено главным
факторам, вызывающим септицемию насекомых.
Факторы, которые вызывают септицемию насекомых. Посколь-
ку в пищеварительном тракте насекомых всегда присутствуют
быстро размножающиеся бактерии, способные, проникнув в по-
лость тела, развиваться в пей, следует считать, что возникновение
септицемии возможно лишь при наличии вспомогательного факто-
ра, который делает возможным переход бактерий из кишечника в
полость тела насекомого. Эти вспомогательные факторы можно
разделить на четыре группы: физические условия, химические
факторы, генетические и физиологические факторы и совместные
инфекции (см. также [259]).
А. Физические условия. К этой группе факторов относятся
влияние температуры, влажности и механические поранения тела.
Влияние температуры на возникновение септицемии проявляется
наиболее отчетливо при разных температурных оптимумах хозяина
и паразита. Происходит неодинаковое ускорение развития двух
организмов (хозяина и паразита), и, если скорость развития па-
разита превосходит скорость развития хозяина, инфекция подав-
ляет хозяина. Повышенные температуры в пределах 25—35° С в
природных условиях обычно приводят к снижению действия па-
разита на насекомое-хозяина, который может избежать зараже-
ния в связи с ускоренным обменом веществ, выделением экскре-
ментов, высушиванием в кишечнике поглощенной пищи и ее остат-
ков, более интенсивной регенерацией пораженных клеток и т. п.
При температурах ниже 15° С замедляется или прекращается по-
256
едание корма, замедляется обмен веществ, насекомое впадает в
состояние покоя или даже спячки и при таком его состоянии даль-
нейшего развития бактерий не происходит. Оптимальным для
развития септицемии температурным пределом является 20—27° С.
При этой температуре развитие бактерий и выделение ими токси-
нов и других метаболитов происходят относительно быстро, соот-
ветственно обмену веществ в организме насекомого. Действие теп-
ла на насекомых проявляется и иным способом: повышенная тем-
пература (а при ней и усиленное дыхание) повышает влажность
и потребление кислорода в закрытых пространствах (ходы коро-
едов и других древогрызущих насекомых, мины в листьях и стеблях
растений, укрытия гусениц в свернутых листьях и под покро-
вом растений). В таких условиях к насекомым не поступает до-
статочно воздуха, происходит их «запаривание», что очень способ-
ствует развитию септицемии.
Температура и ее перепады особенно сильно влияют на насеко-
мых, обитающих в воде. Содержание в воде газов, главным обра-
зом кислорода, зависит от температуры, и при быстрых измене-
ниях температуры, особенно в перегретых водоемах, происходит
угнетение обитающих в них насекомых и резкий рост числа слу-
чаев септицемии. Подобные случаи особенно часты весной в за-
водях и омутах у личинок комаров, поденок и т. и. На микроско-
пических срезах таких больных насекомых хорошо видны пора-
женные части кишечника: его эпителиальные клетки расходятся,
и бактерии из кишечника легко проникают н полость тела. В мерт-
вых особях размножаются бактерии, отнимающие из окружающей
среды кислород, что способствует еще большему ухудшению ус-
ловий. В связи со сложностью водных биоценозов трупы погиб-
ших и осевших на дно особей быстро исчезают и установить на-
личие септицемии довольно трудно; практически это можно опре-
делить лишь по снижению численности определенного компонента
биоценоза.
Влажность, главным образом повышенная влажность, играет
большую роль в возникновении септицемии. Главным фактором
является то, что поедаемый насекомыми корм увлажнен, а по-
вышенное содержание в корме жидкости приводит к увлажнению
измельченной пиши в кишечнике насекомого. На таком субстрате
интенсивнее происходит размножение бактерий, образование га-
зов и других продуктов разложения корма, что приводит к рас-
паду эпителия и септицемии. Этому процессу способствует также
то, что на влажном корме бактерии размножаются интенсивнее
еще до того, как они проникнут в кишечник хозяина. Условия,
благоприятные для развития септицемии, создаются тем, что чис-
ленность бактерий в кишечнике насекомого достигает критического
уровня. В подобных случаях в насекомых обычно встречаются
различные кокки и бактерии рода Pseudomonas.
Условия, которые создаются в кишечнике, в основном в связи
с образованием токсических метаболитов, влияют и на развитие
17 Я ВеЙзер
257
других болезней, например вирусных или грибных, возбудители
которых хороню развиваются в ослабленном организме.
Механические повреждения насекомых, причиненные неоргани-
ческими мелкими частицами, наносящими царапины на поверхно-
сти тела или разрушающими монолитность перитрофнческой мем-
браны,— обычные предшественники септицемии. Это положение
было доказано опытами [181, 187, 259] с гусеницами тутового шел-
копряда с использованием стеклянного порошка как абразива. Од-
нако следует отметить, что среди насекомых, обитающих вблизи
дорог, где они больше подвержены воздействию частиц пыли, не
отмечено более сильного развития септицемии, чем этого можно
было бы ожидать.
Пищеварительный тракт насекомых повреждают также щетин-
ки и волоски некоторых гусениц, например непарного шелкопря-
да, златогузки и др., которые, попадая в измельченном виде в
кишечник других гусениц, вызывают септицемию. Этим, по-види-
мому, можно объяснить разницу в эффективности применения бак-
терий в виде водной суспензии из растертых погибших от болезни
гусениц и в виде бактериальной суспензии лабораторной культу-
ры. Механические повреждения могут приводить и к закупорке
дыхалец гусениц и взрослых насекомых, что происходит при при-
менении очень тонких порошков, особенно с наполнителем, части-
цы которого при увлажнении слипаются в прочные комочки (оса-
док углекислого кальция, мука). Такие порошки закупоривают ды-
хальца насекомых, лишая их доступа воздуха, отчего снижается
их сопротивляемость внедрению микроорганизмов. В некоторых
случаях закупорка дыхалец приводит к явлениям, типичным при
отравлении насекомых инсектицидами (дрожание, некоординиро-
ванные движения ног). Это наблюдалось при опыливании домаш-
них мух и амбарного долгоносика мукой или топкоразмолотым
мелом. Подобное же действие оказывает Beauveria bassiana в
тальке или В. thuringiensis в топкоразмолотом меле (VK-мел)
на личинок колорадского жука (особенно первого возраста), в чем
проявляется суммарное действие порошка и патогена. Порошки,
нарушающие дыхание личинок и нарушающие целость покровов,
подготавливают организм к заражению микроорганизмом.
Мороз также оказывает механическое воздействие на насеко-
мых. Помимо торможения функций органов тела, под действием
отрицательных температур повреждаются ткапи тела насекомых и
растений, служащих им пищей. Очень часто после майских замо-
розков можно обнаружить массовую «септицемию» вредителей
дуба и плодовых деревьев. На поврежденных морозом листьях
находят бурых, даже черных гусениц, содержащих пеструю
смесь бактерий, однако такие гусеницы погибали от мороза, а бак-
терии развились в них уже после того, как гусеницы погибли.
В первый день после критического заморозка гусеницы, вялые и
не питаются и лишь через 2—3 дня погибают, буреют и чернеют.
Поверхность тела таких гусениц покрывает тонкий слой воды,
258
удерживающей гусениц на листьях и постепенно темнеющей от
бактерий, проникших в эту воду из тела гусениц. Такого типа
«септицемии» наблюдали в популяциях Tortrix viridana L., Т. loef-
flingiana L., Cacoecia crataegana Hbn., Operophthera brumata L.,
Hibernia defoliaria L. и некоторых других вредителей плодовых
деревьев, а также Evetria buoliana D. et S., Choristoneura muri-
nana Hbn., Epinotia nigricana H. et Sch. и др.
К механическим факторам относятся также поранения насеко-
мых, которые случаются относительно часто у почвообитающих
видов при обработке почвы и проведении других агротехнических
мероприятий. Так, среди личинок хрущей, собранных за плугом,
50% оказались поврежденными (хотя эти повреждения не всег-
да заметны) и погибли от септицемии через 3—5 дней. В некото-
рых случаях особи одного и того же вида нападают друг на дру-
га. Такие случаи очень часты среди личинок хрущей, выпаханных
плугом из почвы. В связи с этим собранных для исследования ли-
чинок хрущей не следует помещать в общую коробку или банку,
так как они покусают друг друга и через несколько дней погиб-
нут от септицемии. Подобным же образом ведут себя гусеницы
совок, которые активно нападают и пожирают своих «подруг»
как при искусственном разведении, так и в природе (Еихоа sege-
tum Schiff., Plusia gamma L., Barathra brassicae L.). Обычно
нападению подвергаются ослабленные или больные особи. Подоб-
ные явления мы наблюдали среди клопов, например Nepa cine-
raea L., нимфы которых высасывали содержимое тела старых, но
еще подвижных клопов. Прн такого рода нападениях в тело под-
вергшейся нападению особи через колющий аппарат нападающей
заносятся возбудители септицемии.
Паразитические перепончатокрылые насекомые во многих слу-
чаях также механически переносят инфекцию в тело своих жертв.
Туманов [224] установил, что Apanteles glomeratus L., который
контактировал с культурой Bacillus thuringiensis перенес этого
возбудителя уколами яйцеклада большому числу гусениц капуст-
ной белянки.
Гостунский в 1963 г. сообщал, что из общего числа уколов яй-
цекладом Apanteles glomeratus лишь небольшое число сопровож-
дается откладкой яйца в тело жертвы. Губа (частное сообщение)
наблюдал подобное же поведение при заражении калифорнийской
щитовки (Quadraspidiotus perniciosus Comst.) ее паразитом Рго-
spaltella perniciosi, причем при уколах без откладки яйца в щи-
товках развивалась септицемия. Септицемия развивается и при
менее специфических нападениях одних насекомых на других.
Так, комары рода Aedes в пойменных лесах при недостатке ис-
точников крови нападают на гусениц разных бабочек и высасы-
вают из них гемолимфу, причем во многих случаях после этого
у гусениц возникает септицемия. В личинках разных видов насе-
комых септицемия развивается после уколов клещей из рода Руе-
motes. В этом случае микроорганизмы проникают не через ранку
17*
259
от укола клеща, а распространяются из кишечника по всему телу
насекомого после его гибели. В тех случаях, когда соотношение
числа клещей и размеров насекомого-жертвы в пользу клещей,
септицемия не развивается, так как клещи полностью высасывают
из насекомого все соки, его тело ссыхается и становится непри-
годным для развития септицемии. При небольшом числе клещей
септицемия развивается по мере сосания клещей. После укола
паразита под кожицей насекомого-жертвы появляется черно-бурое
круглое пятнышко — место окисления гемолимфы, соприкасавшей-
ся с воздухом. В тех случаях, когда при уколе паразита или хищ-
ника бактерии были занесены глубже зоны, н которой образуется
защитный коагулят, возбудитель беспрепятственно развивается и
губит пораженную личинку, даже если ранка после укола и за-
крылась.
Б. Химические факторы включают воздействие изменений в со-
ставе жизненной среды, главным образом содержания кислорода,
а также действие токсических веществ и действие изменений в
составе пищи.
Изменения в составе атмосферного воздуха, которым дышат на-
секомые, наиболее важны в провоцировании септицемии. Сниже-
ние содержания кислорода в воде ведет к очень быстрому размно-
жению бактерий и, как уже упоминалось, к гибели зараженных
насекомых. Для большинства погибших водных насекомых харак-
терно покраснение тела мертвых особей, что свидетельствует об
участии также Serratia marcescens. Обеднение воды кислородом
происходит также при ее загрязнении главным образом промыш-
ленными отходами и приводит к «удушью» обитающих в воде на-
секомых.
В биоценозах суши, где насекомые могут мигрировать в поис-
ках благоприятных условий, случаи их «удушья» относительно
редки, однако они часты при лабораторном разведении насекомых
и в сходных условиях, например в хранилищах запасов. На скла-
дах муки болезни подобного рода часто проявляются среди опле-
тенных паутиной гусениц Plodia interpunctella Hbn. или Ephestia
kuehniella на поверхности мешков или в поверхностном слое му-
ки. Такие гусеницы дышат в замкнутом пространстве, где снижа-
ется содержание кислорода и возрастает содержание углекислого
газа. В таких условиях нарушаются нормальные соотношения в
кишечнике главным образом у гусениц бабочек и нарушается рас-
положение клеток кишечного эпителия. На гистологических препа-
ратах видны отдельные участки кишечника или даже весь кишечник
с гипертрофированными, округлыми эпителиальными клетка-
ми, соприкасающимися только своими краями. Бактерии внедря-
ются в межклеточные пространства такого эпителия и постепенно
проникают в полость тела. Одновременно в кишечнике осажда-
ется белковый экссудат, проникающий из полости тела насеко-
мого. Гибель таких насекомых неизбежна, смертность в подобных
популяциях обычно достигает 100%, даже если пораженных насе-
260
комых из мест с недостатком кислорода перенести в нормальные
условия, так как изменения, происшедшие в кишечнике, необра-
тимы.
Подобные случаи весьма обычны при лабораторном разведе-
нии, где заболевают опытные партии насекомых, воспитываемых
в закрытых сосудах с избытком корма и при чрезмером числе со-
держащихся вместе особей. Кризис обычно наступает ночью, ког-
да из-за дыхания растений уменьшается содержание кислорода в
воздухе. Продолжительность экспозиции, приводящей к критиче-
ской ситуации, не установлена, ухудшение условий происходит по-
степенно. Патологические изменения в кишечнике насекомых из-
за недостатка кислорода наступают довольно быстро, через 4—
5 часов. В зависимости от длительности нахождения насекомых в
неблагоприятных условиях их гибель наступает после длительно-
го или краткого инкубационного периода с медленным или быст-
рым нарастанием смертности, однако конечный результат обычно
сводится к 100% гибели пораженных особей ’.
Септицемия подобного типа поражает также и гусениц туто-
вого шелкопряда в выкормках, даже если гусеницы непродолжи-
тельное время находятся под слоем листьев или остатками ранее
данного им корма. Однако лишь в редких случаях септицемия по-
ражает всех гусениц в выкормке, обычно образуются небольшие
закрытые «карманы», в которых болезнь поражает относительно
небольшую долю особей, но при неправильном кормлении проис-
ходит значительное уменьшение общего числа гусениц в выкорм-
ке за счет гибели таких небольших их групп в «карманах». Влия-
ние ядов — сублетальных доз инсектицидов [114, 115] или токси-
нов, образуемых бактериями, также играет значительную роль в
развитии септицемий насекомых. Септицемия является логическим
концом всякого отравления инсектицидом как при летальных, так
и сублетальных дозах. Это следует иметь в виду при установле-
нии причин массовой гибели насекомых (пчел и т. п.) в природ-
ных условиях. Для дифференцированного диагноза необходимо
проверять па дрозофилах концентрированный ацетоновый экст-
ракт из мертвых тел насекомых, что позволяет обнаружить нали-
чие в них контактных инсектицидов. Отравление насекомых ки-
шечными ядами приводит к слущиванию и распаду кишечного
эпителия и проникновению бактерий в полость тела насекомых.
Участие двух видов возбудителей описываемой болезни, дей-
ствующих синергически, по-видимому, случается чаще, чем это
предполагалось. В настоящее время наиболее изученным приме-
ром является сочетание двух возбудителей болезни пчел Strepto-
coccus pluton и Lactobacillus eurydice.
Изменения в составе пищи проявляются как фактор, способ-
ствующий септицемии лишь у некоторых видов насекомых. К наи-
1 Как правило, причина не в недостатке кислорода, к снижению парциаль-
ного давления которого даже вдвое насекомые очень устойчивы, а в повышении
относительной влажности в сосудах и садках. — Прим. ред.
261
более восприимчивым в этом отношении относятся боярышница,
капустная и репная белянки. Подобные явления отмечены для ту-
тового шелкопряда, озимой совки и совки-гаммы. Часто пилиль-
щики также подвергаются быстрому поражению септицемией, ког-
да их разгводят в искусственных условиях и дают не совсем све-
жий корм.
Гусеницы белянок при питании увядшими листьями поги-
бают в большом количестве. Этот фактор, по-видовому, влияет
на возникновение градаций (массового размножения) насеко-
мых в природе, например боярышницы. Следует отметить, что ли-
чинки пилильщиков, очень восприимчивые к септицемии в лабо-
раторных условиях, отличаются большой устойчивостью к этому
заболеванию в природе. Разная восприимчивость объясняется сво-
бодным передвижением личинок в природных условиях, возмож-
ностью выбора корма, а также солнечной инсоляцией, стерилизу-
ющей пищу насекомых и тем самым препятствующей возникнове-
нию септицемии.
В. Генетические и физиологические факторы остаются мало
изученными, хотя при лабораторном разведении насекомых были
зарегистрированы кладки яиц, из которых отрождались личинки,
отличающиеся значительно большей восприимчивостью к септице-
мии, более чувствительные к изменениям в корме и другим физи-
ческим и химическим воздействиям в сравнении с вышедшими из
других кладок. В этой связи нежелательно рассматривать влияние
латентных инфекций, имеющихся в яйцах. Известны случаи, когда
популяция непарного шелкопряда становилась бесплодной, и на
этом заканчивался период массового размножения этого вреди-
теля.
Таким путем может образовываться популяция, чрезвычайно
восприимчивая к бактериальной болезни, что подтверждается по-
явлением таких популяций при лабораторном разведении насеко-
мых (например, линии большой вощинной моли, восприимчивые
к Bacillus thuringiensis).
Г. Смешанные инфекции. Гибель насекомых всегда сопровож-
дается развитием бактерий в умирающем организме. Возникает
септицемия, которая переходит в разложение трупа. Между сеп-
тицемией и разложением мертвых насекомых разница лишь в сте-
пени интенсивности процесса. Поэтому обнаружение в мертвом
насекомом микроорганизмов не служит доказательством его гибе-
ли от септицемии. В подавляющем большинстве случаев в теле
мертвых насекомых можно обнаружить, помимо бактерий, также
споры простейших, полиэдры вирусов, тельца риккетсий, нема-
тод и т. п. При грибных инфекциях септицемия возникает лишь
при болезнях, вызываемых грибами из Phycomycetes.
При заражении простейшими и особенно микроспоридиями
септицемия проявляется в два этапа [259]. Первый — 5—7 дней
после введения большой дозы спор, когда погибают особи, кишеч-
ник которых был сильно поражен проникшими микроспоридиями
262
и микроорганизмы попали в ранки. Второй этап — 14 до 30 дней
после заражения, когда инфекция охватила уже все органы тела.
В первый этап гибели насекомых в их теле можно обнаружить
массу бактерий, однако покоящиеся стадии простейших в это вре-
мя отсутствуют. Эти случаи, по-видимому, можно относить к спон-
танной септицемии. При гибели насекомых в более поздние сроки
также проявляется септицемия, но в органах мертвого насекомо-
го присутствует и масса спор микроспоридий, которые и являют-
ся причиной гибели насекомого. Септицемия на первом этапе раз-
вития болезни не дает возбудителю возможность сохраниться в
природе, так как вегетативные стадии микроспоридий неспособны
закончить развитие в мертвом хозяине и погибают.
Во втором этапе бактерии открывают путь к распространению
спорам микроспоридий, которые освобождаются из разложивших-
ся трупов насекомых и разносятся водой, при контактах с ними
здоровых насекомых и т. п.
При болезнях насекомых, вызываемых полиэдренными и дру-
гими вирусами, а также риккетсиями, бактерии также способст-
вуют освобождению инфекции из тела мертвого насекомого и ее
дальнейшему распространению. Звучит несколько парадоксально,
когда называют септицемией бактериальные заболевания насеко-
мых в тех случаях, когда септицемия вызывается обычной кишеч-
ной микрофлорой и развивается в период между отравлением хо-
зяина токсином и конечным развитием бактерии в теле хозяина.
Подобные случаи имеют место при заражении насекомых Bacil-
lus thuringiensis, В. popilliae, В. lentimorbus и В. euloomarahae.
Гибель хозяина всегда обеспечивает развитие кишечной микро-
флоры в тканях хозяина. При болезнях насекомых, вызываемых
грибами, случаи септицемии менее часты и встречаются лишь при
так называемых мягких микозах, когда тело хозяина водянисто, а
мицелий гриба не потребил все его ткани для своего роста. Сеп-
тицемии обычны при болезнях, вызываемых грибами из Chytri-
diacae, Coelomoniyces, Entomophtoraceae. В литературе наиболее
часто приводятся примеры сочетания Tarichium gammae и бакте-
риозов у совки-гаммы или комбинация бактерий и Entomophaga
grylli у саранчи. Иногда при изменениях погоды развитие гриба
в пораженном насекомом прекращается. Такие особи позднее,
после нового увлажнения, разлагаются под воздействием бак-
терий.
Болезни, вызываемые нематодами (Nematodes, Gordioidea),
во многих случаях сопровождаются септицемиями. О перено-
сах некоторыми нематодами бактерии Pseudomonas aeruginosa
говорится в другой главе книги. После выхода из тела хо-
зяина личинок нематод рода Mermis практически всегда насту-
пает септицемия. Через отверстие в кожном покрове, проделанном
нематодой, в тело насекомого извне проникают бактерии и вы-
зывают септицемию независимо от состава кишечной микро-
флоры.
263
Представляют интерес случаи, когда из кишечника в полость
тела или вообще в теле насекомого передвигаются десятки личи-
нок и взрослых нематод, однако септицемия не возникает. Это яв-
ление, по-видимому, объясняется низкой численностью микроор-
ганизмов в кишечнике, как, например, у короедов под влиянием
эфирных масел в их корме, а также тем, что передвигающиеся в
теле насекомого нематоды не заглатывают бактерий и не перено-
сят их в своем пищеварительном тракте.
При септицемиях тело насекомого обычно является лишь не-
посредственной средой, в которой развиваются проникшие туда
бактерии, причем со стороны организма хозяина нет реакций, на-
правленных на ликвидацию микроорганизмов или защиту от них
какой-либо иммунной системой. Различные симптомы от инкуба-
ции до гибели хозяина всегда только показатели количества ми-
кроорганизмов в теле хозяина. Лысенко и Слама [141] установи-
ли, что при увеличении дозы инъекции Serratia marcescens с 140
до 330 000 бактерий на одну гусеницу Cephaleia abietis L. инку-
бационный период болезни сократился с 25 до 2,5 часа, в то же
время общая продолжительность болезни от инъекции до гибели
гусениц оставалась почти одинаковой, от 20 до 30 часов. Подоб-
ные случаи отмечены и для других септицемий. Температура оп-
ределяет скорость деления бактериальных клеток в пораженных
насекомых, и тем самым проявляется ее влияние на развитие сеп-
тицемии.
Микроорганизмы, обусловливающие септицемии, не вызывают
хронических болезней и не могут передаваться трансовариалыю.
Таким путем может быть перенесен лишь ауксилярный фактор,
если им является простейшее или вирус.
В настоящем обзоре не указаны организмы, вызывающие сеп-
тицемии, так как они совершенно иеспецифичиы. Для интересую-
щихся этим вопросом могут быть рекомендованы списки, приве-
денные в работах Штейнхауза [177, 178], Бухера [39] или Крига
[120], а также определители типа Берджи [31].
Таблица II
Род Число видов i Род Число видов
Pseudomonas 3 Micrococcus 4
Flavobacterium 1 Neisseria 2
Escherichia 2 Achromobacter 3
Hafnia 1 Achromobacter 1
Erwinia 4 Citrobacter 4
Sarcina 2 Cloaca 2
Streptococcus 3 Serratia 1
Alcaligenes 4 Staphylococcus 1
Salmonella 1 Brevibacterium 2
Klebsiella 4 Bacillus 3
Proteus 3
264
Бухер [37] в поисках «Coccobacillus acridiorum» тщательно
проанализировал более 20 000 саранчовых, но не обнаружил в них
ни одного вида бактерий, который отличался бы какой-либо пря-
мой инфекционностью. Приводимый в таблице 11 список обнару-
женных им бактерий показывает частоту встречаемости разных
групп бактерий в кишечнике саранчи.
Только 5 групп бактерий были способны вызвать у насекомых
септицемию при небольшой дозе инокулята, и их действие на на-
секомых обычно было связано с образованием протеолитических
ферментов. В большинстве это аэробные бактерии, способные раз-
виваться в аэробных тканях насекомых, развитие которых силь-
но тормозится в анаэробных условиях кишечника [39].
Указатель литературы
1. Afrikian Е. G., J. Insect Pathol., 2, 299—304, 1960.
2. Angus Т. A., Nature, 173, 545—546, 1954.
3. Angus Т. A., Can. J. Microbiol., 2, 111—121, 1956.
4. Angus Т. A., Can. J. Microbiol., 2, 122—131, 1956.
5. Angus Т. A., Can. Entomol., 88, 280—283, 1956.
6. Angus Т. A., Can. J. Microbiol., 2, 416—426, 1956.
7. Angus Т. Л., II eimpel А. М., Can. Entomol., 91, 352—358, 1959.
8. Aoki К„ Chigasaki Y., Nokano, Tokyo, 1, 1—126, 1915.
9. At ger P.. Int. Coll, de pathology d’insectes, Paris, 507—509, 1962.
10. Bailey L., Nature, 178, 1130, 1956.
11. Bailey L., J. Gen. Microbiol.. 17, 39—48, 1957.
12. Bailey L„ Bee world, 38 (4), 85—89, 1957.
13. Bailey L., Bee world, 29 (4), 92—95, 1958.
14. Bailey L., Rep. Rothamsted exp. Stat, for 1959, 204—215, 1959.
15. Bailey L., Infectious diseases of the honey-bee, 175 pp.. Land, London,
1963.
16. Baird R. B., Can. Entomol., 90, 89—91, 1958.
17. Barjac de H., Burge г jo n A., XI. Int. Entomol. Kongr., If, 834, 1960.
18. В a г j a c de H., Bonnefoi A., Entomophaga, 7, 5—31, 1962.
19. Beard R„ Conn. Agr. Exp. Sta. Bull. 491, 505—583, 1945.
20. Beard R., Conn. Agr. Exp. Sta. Bull., 501, 65—71, 1946.
21. Beard R. L„ Can. Entomol.. 88, 640—647, 1956.
22. Beard R. L., Coll. Int. de pathol. d’insectes, Paris, 47—49, 1962.
23. В e g u i n S., Martouret D., IV. Int. Pflanzenschutzkongr., Hamburg,
885—887, 1959.
24. Berliner E., Z. angew. Entom., 2, 29—56, 1915.
25. Biliotti E., Entomophaga, 1, 45—53, 1956.
26. Biliotti E., Entomophaga, 1, 95—98. 1956.
27. Biliotti E., Entomophaga, 1, 101—103, 1956'.
28. Bonnefoi A., Beguin S., ’ Entomophaga, 4, 194—199, 1959.
29. Bonnefoi A., Burger jo n A., Grison P., C. R. Acad. Sci., 247,
1418—1420, 1958.
30. В о n n e f о i A., T i u c a s M., Entomophaga, 4, 227—231, 1959.
31. Breed S. R., Murray E. G. D., Hitchens A. P., In: Bergey’s Manual of
determinative bacteriology, 6th ed., 1529 pp., Baltimore, 1948.
32. 'В г i g g s J., J., Exp. Zool., 138, 155—188, 1958.
33. Briggs J., J. Insect Pathol., 2, 418—432, 1960.
34. Briggs J., Commercial production of insect pathogens. Insect Pathology, II,
519—548, Academic Press, New York, 1963.
35. Bucher G. E., Proc. 10th Int. Congr. Entom., Montreal, 4, 695—701, 1958.
36. Bucher G. E., Can. J. Microbiol., 3, 695—709, 1957.
265
37. Bucher G. E., J. Insect Pathol., 1, 331—346, 1959.
38. Bucher G. E., J. Insect Pathol., 1, 391—405, 1959.
39. Bucher G. E., J. Insect Pathol., 2, 172—195, 1960.
40. Bucher G. E., J. Insect Pathol., 3, 439—445, 1961.
41. Bucher G. E., Can. J. Microbiol., 7, 641—665, 1961.
42. Bucher G. E., Nonsporulating bacterial pathogens. Insect Pathology, II,
117—149, Academic Press, New York, 1963.
43. Bucher G. E., Stephens J. M., Can. J. Microbiol., 3, 611—625, 1957.
44. В u c h e г G. E., Stephens J. M., J. Insect Pathol., 1, 356—373, 1959.
45. Bucher G. E., Stephens J. M., J. Insect Pathol., 1, 374—490, 1959.
46. Burger jo n A., Ann. Epiphyties, 7, 675—684, 1956.
47. Burgerjon A., Entomophaga, 2, 129—135, 1957.
48. Burgerjon A., Entomophaga, 4, 201—206, 1959.
49. Burgerjon A., Int. Coll, de pathol. d'insectes, Paris, 227—237, 1962.
50. Burgerjon A., Ann. Epiphyties, 13, 59—72, 1962.
51. Burgerjon A., Barjac II. de, C. R. Acad. Sci., 251, 911—912, 1960.
52. Burgerjon A., Klinger K., Ann. Ent. exp. et appl., 2, 100—109, 1959.
53. В u г n s i d e С. E., Trans. IV. Int. Congr. Entom., 2, 757, 1928.
54. C a m p b e 11 F. L., Sullivan W. N., Soap and sanit. chem., 24, 1948.
55. Le С о г о 11 e г Y., Ann. Inst. Pasteur, 94, 670—673, 1958.
56. С a p e к M., H e sko v a A., Int. Coll, de pathology d’insectes, Paris,
327__239 1962
57. Dumbl’eton L. J., N.Z.J. Sci., Technol., 27, 76—81, 1945.
58. D u n n P. H., J. Insect Pathol., 2, 13—16, 1960.
59. Dutky S. R„ J. Agr. Res., 61, 57—68, 1940.
60. Dutky S. R., U. S. Patent 2.258,319, 1941.
61. Dutky S. R., J. Econ. Entomol., 34, 215—216, 1941.
62. Dutky S. R., U. S. Patent 2. 293. 890, 1942.
63. Dutky S. R., Adv. in appl. microbiology, 1, 175—200, 1959.
64. Dutky S. R., The milky diseases. Insect Pathology, II, 75—116, Academic
Press New York, 1963.
65. D u t к у S. R., F e s t W. C., U. S. Patent 2. 270. 804, 1942.
66. Dutky S. R., Hough W. S., Proc. Entom. Soc. Washington, 57, 244, 1955.
67. E 111 i n g e г L., L e i s i n g e г T., К a b a у A., Int. Coll, de pathol. d’insec-
tes, Paris, 344—350, 1962.
68. Fankhanel II., NachrBl. /. d. D. Pflschutzdienst, 16, 121 —127, 1962.
69. Fisher R., Rosner L., Agric. and Fd. Chem., 7, 686—688, 1959.
70. F i t z - J a m e s P. С., T о u m a n о f f C., Young I. E., Can. J. Microbiol.,
4 3g^____392 1958
71. F i t z - J a m e s P. C, Young 1. E, J. Bacterial., 78, 743—754, 1959.
72. Fox C. J. S., Jaques R. P., Canada J. Plant Sci., 41, 428—430, 1961.
73. Fyg W., Symp. Path. Apicole, О. I. E., Bull. Apicole, 6, 7—151, 1963.
74. Glaser R. W., Ann. Ent. Soc. Amer., 11, 19—42, 1918.
75. Glaser R. W., Fox H., Science, 71, 16—17, 1930.
76. Gochnauer T. A., Trans. 10th Int. Congr. Entom., Montreal, 4, 1091—1096,
1956.
77. Gochnauer T. A., Bad. Proc., G-92, 1960.
78. Grigorova R., Int. Coll, de pathol. d'insectes, Paris, 179—191, 1962.
79. Grison P., Beguin A., C. R. Acad. Agric. France, 40, 413—416, 1954.
80. Gunther S., Z. f. Pflkrankh. u. Pflschutz, 67, 475—478, 1960.
81. H a 11 I. M., Hilgardia, 22, 535—565, 1954.
82. H a 11 I. M., Microbial control. Insect Pathology, II, 477—518, Academic
Press, New York, 1963.
83. H a 11 I. M., Anders L. A., J. Econ. Entomol., 52, 877—880, 1959.
84. H a 11 I. M., Hale R. L., S h о г e у H. H., А г а к a v а К- Y., J. Econ. En-
tom., 54, 141—146, 1961.
85. Н a n п а у С. L., Nature, 172, 1004, 1953.
86. Hann ay С. L., Fitz-James P., Can. ]. Microbiol., I, 694—710, 1955.
87. Heimpel A. M., Can. J. Zool., 33, 99—106, 1955.
88. Heimpel A. M., Can. J. Zool., 33, 311—326, 1955.
266
89. He impel A. M., Can J. Zool., 34, 210—212, 1956.
90. H e i m p e 1 A. M„ J. Insect Pathol., 3, 271—273, 1961.
91. Heim pel A. M., Int. Coll, de pathol. d'insectes, Paris, 23—33, 1962.
92. Heimpel A. M., Angus T. A., Can. J. Microbiol., 4, 531—541, 1958.
93. Heim pel A. M., Angus T. A., /. Insect Pathol., 1, 152—170, 1959.
94. Heimpel A. M., Angus T. A., Bad. reviews, 24, 266—288, 1960.
95. Heimpel A. M., Angus T. A., Diseases caused by certain sporeforming
bacteria. Insect Pathology, II, 21—74, Academic Press, New York, 1963.
96. H e i n e с к e H„ Zentrbl. Bad., II, Abt., 109, 524—535, 1956
97. d’Herelle F., C. R. Acad. Sci., 152, 1413—1415, 1911.
98. d’H'erelle F., C. R. Acad. Sci., 154, 623—625, 1912.
99. d’Herelle F., Ann. Inst. Pasteur, 28, 1—69, 1914.
100. Hur pin В., C. R. Soc. Biol., 151, 1833—1850, 1957.
101. Hu г pin B„ Entomophaga, 4, 233—248, 1959.
102. Hurpin В., C. R. Soc. Biol., 149, 1966—1967, 1966.
103. Hurpin B., Vago C., Entomophaga, 3, 285—330, 1958.
104. Husz B., Int. corn, borer Invest. Sci. Rept., 1, 101—110, 1928.
105. Cheshire F. R., Cheyne W. W., J. Roy. Microscop. Soc., Ser. II, 5
561—581, 1885.
106. Chorine V. Int. corn, borer Invest. Sci. Rept., 2, 39—53, 1929.
107. Изакова H. П., Докл. ВАСХНИЛ, 3, 26, 1958.
108. Изакова H. П., Микробиол. журн., Киев, 21, 35, 1959.
109. Jacobs S. Е., Proc. Soc. appl. Bad., 13, 83—91, 1950.
110. Jaques R. P., J. Insect Pathol., 3, 167—192, 1961.
111. Jafri R. H„ Int. Coll, de patholol. d’insectes, Paris, 351—354, 1962.
112. Katznelson H., Proc. 10th Int. Congr. Entomol., Montreal, 4, 1105—1108,
1958.
113. Klement Z., Jb. Zentranst. landw. Versuchswesen, Budapest, 3, 118—127,
1951.
114. K,ovacevic Z., Anz. Schadlingsk., 31, 148—150, 1958.
115. Kovacevic Z., Agronomski glasnik, 520—528, 1962.
116. Krieg A., Naturwissensch., 44, 309, 957.
117. Krieg A., Zschr. Immunitatsf. u. exp. Therapie, 115, 472—477, 1958.
118. Krieg A., Naturwissensch., 46, 22—23, 1959.
119. Krieg A., Mitt. Biol. Bundesanst. Land.-u. Forstwirtsch., 103, 80 pp., 1961.
120. Krieg A., Grundlagen dec Insektenpathologie, 304 pp., Darmstadt, 1961.
121. Krieg A., Herfs W., Int. Coll, de pathol. d'insectes, Paris, 193—195, 1962.
122. Krieg A., Herfs W., Zschr. f. Pflkrankh. u. Pflschutz, 70, 11—21, 1963.
123. Krywienczuk J., Angus T. A., J. Insect Pathol., 2, 411—417, 1960.
124. Kudler L.. Lysenko О., II о c h m u t R., Trans. 1st. Int. Conf. Insect
Pathology, II, 411—417, 1960.
125. Kushner D. J., Heimpel A. M., Can. J. Microbiol., 3, 547—551, 1957.
126. Kushner D. J., Harvey G. T., J. Insect Pathology, 4, 155—184, 1962.
127. Lang W., Welte E., Nachrbl. f. d. D. Pflschutzdienst, 10, 75—76, 1930.
128. Lecompte J., Martouret D., Ann. d'abeille, 2, 171—175, 1959.
129. Lemoigne M., Bonnefoi A., Bfeguin S., Crion P., Martou-
ret D., S c h e n k A., V a g о C., Entomophaga, 1, 19—34, 1956.
130. Lockhead A. C., Sci. Agric., 9, 80—89, 1928.
131. Lysenko O., Cs. mikrobiol., 3, 306—312, 1958.
132. Lysenko O., J. Gen. Microb., 18, 774—781, 1958.
133. Lysenko O., Trans. 1st. Int. Conf. Insect Pathol., Praha, 109—113, 1959.
134. Lysenko O., J. Insect Pathol., 1, 34—42, 1959.
135. Lysenko O., J. Gen. Microb., 25, 379—408, 1961.
136. Lysenko O., Int. Coll, de pathol. d'insectes, Paris, 239—244, 1962.
137. Lysenko O., Int. Coll, de pathol. d'insectes, Paris, 35—36, 1962.
138. Lysenko O., 8th Int. Congr. Microbiol., Montreal, 1962.
139. Lysenko O., The taxonomy of entomogenous bacteria. Insect Pathology, II,
1—20, Academic Press, New York, 1963.
267
140. Lysenko О., J. Insect Pathol., 5, 78—97, 1963.
141. Lysenko O., Slama K-, J. Insect Pathol., 1, 184—188, 1959.
142. Lysenko O., Sneath P. H. A., J. Gen. Microbiol., 20, 284—290, 1959.
143. Maassen A., Mitt. K. Biol. Anstalt f. Land- u. Forstw., 4, 51—53, 1907.
144. Maassen A. Arb. K. Biol. Anstalt f. Land-u. Forstw., 6, 53—70, 1908.
145. MacLeod D. M., Heim pel A. M., Can. Entomol., 87, 128—131, 1955.
146. Martouret D., Entomophaga, 4, 211—220, 1959.
147. Martouret D., Medd. Landbouwhogesch. en Opzoekingsiat. van de Staat
de Gent, 26, 1116—1126, 1961.
148. Ma sera E., Ann. R. Staz. Bacologica Sper., 47, 90—98, 99—102, 1934.
149. Mattes O., Sitzb. Ges. Beford. ges. Naturwissensch., Marburg, 62, 381—
417, 1927.
150. McConnell E., Cutcomp L. К., J. Econ. Entomol., 47, 1074—1082, 1954.
151. M с С о n n e 1 E., Richards A. G., Gan. J. Microbiol., 5, 161—168, 1959.
152. McEwen F. L., Glass E. H., Davis Л. C., SplittstoesserC. M.,
J. Insect Pathol., 2, 152—164, 1960.
153. Metalnikov S„ C. R. Soc. Biol., 83, 119—121, 1920.
154. Metalnikov S., C. R. Acad. Sci., 175, 68—70, 1922.
155. Metalnikov S., Chorine V., Int. Corn Borer Invest. Sci Rept., 2,
54—59, 1929.
156. Metalnikov S., Ermolaev J., Skobaltzyn V., Int. Corn Borer In-
vest. Sci. Rept., 3, 28—36, 1930.
157. Metalnikov S., G a s c h e n H., C. R. Soc. Biol., 85, 224—226, 1921,
158. Metalnikov S., Metalnikov S. S., C. R. Acad. Agric. Franc., 18,
2Q3______207 1932.
159. Metalnikov S., Metalnikov S. S., C. R. Soc. Biol., 113, 169—172, 1933.
160. Niklas O. F., Entomophaga, 3, 71—78, 1958.
161. Norris J. R., J. Gen. Microb., 26, 167—173, 1961.
162. P a i 11 о t A., C. R. Soc. Biol., 83, 278—280, 1920.
163. Paillot A., L’infection chez les insectes, 535 pp., Patissier, Trfevoux, 1933.
164. Park O. W., J. Econ. Entomol., 30, 504—512, 1937.
165. Pasteur L., Etudes sur la maladie des vers й soie (flacherie). L, II,
322+327 pp., Gauthier-Villars, Paris, 1870.
166. Patel N. G., Goch nauer T. A., J. Insect Pathol., 1, 190—192, 1959.
167. Петрухина M. T., Биологический метод борьбы, стр. 31—32, Кишинев,
1959.
168. ПолтевВ. И., Trans. 1st. Int. Conf. Insect Pathology, Praha, 99—104,1958.
169. R о s i c k B., Weiser J., Moderni insekticidy, 438 pp., Prirodovedeckfe nak-
ladatelstvi, 1951.
170. Schulz-Langner E., Zool. Beitr., 5, 393—418, 1960.
171. Sergent E., L’Heritier A., Ann. Inst. Pasteur, 28, 408—419, 1914.
172. Smirnoff W. A., Int. Coll, de pathol. d’insectes, Paris, 249—254, 1952.
173. Smirnoff W. A., J. Insect Pathol., 5, 242—250, 1963.
174. Splittstoesser С. M., McEwen F. L., J. Insect Pathol., 3, 391-398,
1961.
175. Steinhaus E. A., Bacterial. Reviews, 4, 17—57, 1940.
176. Steinhaus E. A., J. Bacterial., 42, 757—790, 1941.
177. Steinhaus E. A., Insect microbiology, 763 pp., Comstock, Ithaca, 1946.
178. Steinhaus E. A., Principles of insect pathology, 757 pp. McGraw—Hill,
1949.
179. Steinhaus E. A., Hilgardia, 20, 359—381, 1951.
180. Steinha us E. A., Hilgardia, 20, 629—678, 1951.
181. Steinhaus E. A., Trans. 10th Int. Congr. Entomol., Montreal, 4, 725—730,
1956.
182. Steinhaus E. A., Mim. Ser. 4. Lab. Insect Path., Calif. Univ., Berkeley,
24 pp. 1957.
183. Steinhaus E. A., J. N. Y. Entom. Soc. 65, 113—121, 1957.
184. Steinhaus E. A., Trans. 1st Int. Conf. Insect Pathol., Praha, 37—50, 1958.
185. Steinhaus E. A., J. Econ. Entom., 50, 714—720, 1957.
268
186. Steinhaus E. A., J. Econ. Entomol., 52, 506—508, 1959.
187. Steinhaus E. A., Hilgardia, 28, 351—380, 1959.
188. Steinhaus E. A., J. Insect Pathol., 2, 225—229, 1960.
189. Steinhaus E. A., Bad. Reviews, 24, 365—373, 1960.
190. Steinhaus E. A., Bull. Ent. Soc. Amer., 6, 9—16, 1960.
191. Steinhaus E. A., J. Insect Pathol., 3, 97—100, 1961.
192. Steinhaus E. A., Int. Coll, de pathol. d’insectes, Paris, 7—21, 1962.
193. Steinhaus E. A., Bell C. R., J. Econ. Entomol., 46, 582 -598, 1953.
194. Steinhaus E. A., Jerrel E. A., Hilgardia, 23, 1—21, 1954
195. Steinkraus К- H. J. Bad., 74, 621—624, 1957.
196. Steinkraus К. H., J. Bad., 74, 625—632, 1957.
197. Steinkraus К. H., P г о v v i d e n t i M. L., J. Bad., 75, 38—42, 1958
198. Steinkraus К. H„ Tashiro H., Science, 121, 837—874, 1955.
199. Stephens J. M., Can. J. Zool., 30, 30—40, 1952.
200. Stephens J. M., Can. Entomol., 89, 94—96, 1957.
201. Stephens J. M., Can. J. Microbiol., 3, 995—1000, 1957.
202. Stephens J. M., Can. J. Microbiol., 4, 191—193, 1958.
203. Stephens J. M., Can. J. Microbiol., 5, 313—315, 1959.
204. Stephens J. M„ Can. J. Microbiol., 5, 203—228, 1959.
205. Stern V. M., Hall I. M., Peterson G. D., J. Insect Pathol.. I
142—151, 1959.
207. Швецова О. И., Trans. 1st Int. Conf. Insect Pathol., Praha, 105—107
1958.
208.
209.
210.
211.
212.
213.
214.
215.
216.
217.
218.
219.
220.
221.
222.
223.
224.
225.
226.
227.
228.
229.
230.
231.
232.
233.
Tadic M., Vasil je vic L., Zastita bilja, 71—75, 1956'.
Талалаев E. В., Инфекционные и инвазионные болезни насекомых, Тези-
сы докладов на пленуме ВАСХНИЛ, 1954.
Талалаев Е. В., В кн.: Инфекционные и протозойные болезни полезных
н вредных насекомых, стр. 414—427, 1956.
Талалаев Е. В., Микробиология, 25, 99—102, 1956.
Талалаев Е. В., Энтомол. Обозрение, 36, 845—859, 1957.
Талалаев Е. В., Энтомол. Обозрение, 37, 641—652, 1958.
Талалаев Е. В., Trans. 1st Int. Conf. Insect Pathol., Praha, 51—57, 1958.
Tan ad a Y., Proc. Hawaiian Entom. Soc., 15, 159—166, 1953.
T a n a d a Y., Hawaii Farm. Sci., 4, 6—7, 1956.
T a n a d a Y„ J. Econ. Entomol., 49, 320—329, 1956.
T a n a d a Y., Epizootiology of infectious diseases. Insect pathology, II,
423—477, Academic Press, New York, 1963.
Tapley R. G., Materu M. E„ Kenya coffee, 1961, June, 3 pp., 1961.
Tashiro H., Farm Research, 23, 2, 1957.
Tashiro 11.,
Tashiro 11.,
T о u m a n о f 1
T о u m a n о f f
Toumanoff
Toumanof f
Toumanoff
Toumanoff
Toumanoff
Toumanoff
Toumanoff
Toumanoff
Toumanoff
Mars, 1959.
J. Econ. Entomol., 50, 350—352, 1957.
White R. T„ J. Econ. Entomol., 47, 1067—1092, 1954.
C., Ann. Inst. Pasteur, 85, 90—99, 1953.
C„ Ann. Inst. Pasteur, 86, 570—578, 1954.
C„ Ann. Inst. Pasteur, 87, 486—492, 1954.
C„ Ann. Inst. Pasteur, 88, 384—387, 1955.
C., Ann. Inst. Pasteur, 90, 660—664, 1956.
C., Trans. 1st Int. Conf. Insect Pathol., Praha, 65—71, 1958,
C., Ann. Inst. Pasteur, 96, 108—110, 1959.
C., Le С о г о 11 e г Y., Ann. Inst. Pasteur, 96, 680—688, 1959.
C., La pied M., Ann. Inst. Pasteur, 87, 370—374, 1954.
C., Malmanche L., Ann. Inst. Pasteur, 96, 140—144, 1959.
C., Toumanoff Ch., C. R. Acad. Agric. Franc., proc. verb.
234. Toumanoff C., Vago С., C, R. Acad. Sci., 233, 1504, 1951.
235. Toumanoff C., Vago C., Ann. Inst. Pasteur, 84, 376—385, 1953.
236. Toumanoff C., Vago C., Gladiline C., Ann. Inst. Pasteur, 86,
438—445, 1954.
237. Toumanoff C., Virat B., Ann. Inst. Pasteur, 88, 563—575, 1955.
238. Vago C„ Bull. Soc. zool. France, 76, 383—386, 1951.
269
239. Vago C. Predispositions and interrelations in insect diseases, Insect Pa-
thology, I, 339—382, Academic Press, New York, 1963.
240. Vago C., Del ah aye F., Mikroskopie, 16, 198—206, 1961.
241. Vago C., Gin gas t Ch., C. R. Acad. Agric. Franc., Proc, verb., Decemb-
re, 1954.
242. Vankov a J., Cs. biologie, 6, 114—120, 1957.
243. Vankov й J., Trans. 1st Int. Conf. Insect Pathol., Praha, 59—64, 1958.
244. Vankova J., 2. e Coll, de la CI LB sur la pat holo gie d'insectes, Paris, 1958.
245. Vankov a J., Rostlinnd vyroba, 8, 571—576, 1962.
246. Vankov A J., Int. Coll, de pathol. d’insectes, Paris, 271—291, 1962.
247. Vankov й J., Weiser J., Biolog. tistavu CSAV, 148 pp., 1959.
248. Vankov a J., Weiser J., Cs. patent 105 416, 1962.
249. Vasiljevic L., Mem. Inst, za zastitu bilja, 7, 77, pp., 1S57.
250. Vasiljevic L., Archiva za poljoprivred. nauke, 14, 17 pp., 1961.
251. Vasiljevic L., Lazarevic B„ Ilibridni kukuruz Jugoslavije, III, 19—28,
1960.
252. Weiser J., Cs. parasitologie, 1, 273—290, NGSAV, Praha, 1954.
253. Weiser J., Vest. Cs. spot, zool., 19, 44—52, 1955.
254. Weiser J. Acta Soc. entomol. Cechosloveniae, 52, 61—76, 1955.
255. Weiser J., Vest. Cs. spol. zool., 24, 71—74, 1960.
256. Weiser J., New Scientist 1960, 721—722, 1960.
257. Weiser J., Verh. XI. Int. Kongr. Entomol., 880—882, 1960.
258. Weiser J., Int. Coll, de pathol. d'insectes, Paris, 67—75, 1962.
259. Weiser J., Lysenko O., Cs. mikrobiol., 1, 216—222, 1956.
260. Weiser J., Vankov a J., Verh. XI. Kongr. Entomol., II, 840—841, 1960.
261. Weiser J., Veber J. Zool. entomol. list у, 3, 55—68, 1954.
262. White R. T., Dutky S. R., 1. Econ. Entomol., 35, 679—682, 1942.
263. White G. F., USDA Bur. Entom. Tech. Bull., 14, 50 pp., 1905.
264. White G. F„ USDA Bur. Entom. Circ. 157, 15 pp., 1912.
265. White G. F., USDA Bur. Entom. Bull., 809, 46 pp., 1920.
266. White G. F., USDA Bur. Entom. Bull., 810, 39 pp., 1920.
267. White G. F„ J. Agr. Res., 51, 223—234, 1935.
268. Wiegand H., Tagungsber. 29. DAL, Berlin, 65—72, 1960.
269. Wiegand H., Entomophaga, 8, 36—41, 1963.
270. W i 1 d b о 1 z T., Mitt. Schweiz. Entom. Ges., 27, 193—240, 1954.
271. Wille H., Mitt. Schweiz. Entom. Ges., 29, 271—282, 1956.
272. Wille H., Pinter L., Bulletin apicole, 4, 141—180, 1961.
273. Woodrow .A. W., Holst E. C., J. Econ. Entom., 35, 327—330, 1942.
274. Young I. E., Fitz-James P. C., J. biophys. biochem. cytol., 6, 483—498,
1959.
275. Zofka K-, Diplom. prAce,80 pp., 1955.
VI. Спирохеты—Spirochetales Buchanan
По морфологии спирохеты занимают промежуточное место ме-
жду бактериями и простейшими, однако их нельзя относить ни к
тем, ни к другим. Спирохеты имеют длинное, скрученное в спи-
раль тело, разделенное поперечными перетяжками. Лишь очень
немногие виды развиваются в насекомых как патогенные орга-
низмы.
Из семейства Treponemataceae, включающего патогенные ви-
ды, с насекомыми связаны виды из рода Borrelia, в то время как
роды Treponema и Leptospira содержат только возбудителей бо-
лезней теплокровных. Представители рода Borrelia характеризу-
ются длинным телом, которое скручено в правильные широкие вит-
ки. Довольно хорошо окрашиваются анилиновыми красителями,
чем отличаются от двух остальных родов. У насекомых извест-
ны спирохеты, развивающиеся в их органах, так и виды, обитаю-
щие в кишечнике и являющиеся симбионтами или временными
обитателями.
Среди тканевых паразитов первое место занимают возбудите-
ли возвратного тифа, из которых наибольшее значение имеет Bor-
relia recurrentis Lebert — возбудитель европейского возвратного ти-
фа, передаваемый платяной вошью (Pediculus humanus de Geer).
Во время приступов тифа возбудитель в массе имеется в крови
больных и с высасываемой вшами кровью попадает в их кишеч-
ник, а оттуда и в полость тела вши. Величины кровяных форм
0,5X8—16 мк, расстояние между витками 1,5 мк. Очень близкими
морфологически и по характеру вызываемой болезни, но заметно
отличающимися серологически являются Borrelia berbera Sergent
et Foley [7] и В. crocidurae Leger. Их переносчиком также служит
платяная вошь. Кроме человека, носители инфекции — мелкие
грызуны. Развитие в организме человека и патогенез этих спиро-
хет в теплокровных нас в данном случае не интересуют. Интерес
представляет их развитие в организме вши, исследованное Хабер-
корном [2]. Этот автор, изучая В. crocidurae, получил данные, ко-
торые характерны и для остальных штаммов. Хаберкорн устано-
вил, что процент инфицированных вшей при высасывании ими
крови значительно колеблется в зависимости от количества спи-
рохет в крови и состояния теплокровного, от наличия остатков
пищи в кишечнике вши и от количества высосанной крови. Воз-
раст и пол вшей также влияют, главным образом в связи с разме-
рами их тела и количеством высасываемой крови.
После того как вошь насосалась крови больного, в ней мож-
но обнаружить спирохет в течение 48 часов, большинство их од-
нако неподвижные и мертвые. В экскрементах вши скопления спи-
271
рохет появляются через 16 часов после всасывания зараженной
крови. Утеря спирохетами подвижности в кишечнике обусловлена
действием пищеварительных соков вши, причем при избытке пи-
щи в кишечнике действие соков проявляется быстрее, а при раз-
ведении содержимого кишечника водой можно несколько задер-
жать потерю спирохетами подвижности или даже восстановить
ее. Через 3 часа свободные спирохеты, находящиеся в кишечнике
вши, не вызывают заболевания после их инъекции мышам. Непо-
средственно после попадания в кишечник вши спирохеты стремят-
ся внедриться в стенку кишечника, что удается немногим из них
(от 0,2 до 4%). В первые часы после проникновения спирохет в
кишечник вши их можно обнаружить на срезах путем серебрения;
спирохеты, проходящие через стенки кишечника и в гемолимфе
вши, хорошо окрашиваются красителем Гимза. В гемолимфе спи-
рохеты размножаются делением, пока не заразят всю гемолимфу.
Обычно происходит фагоцитоз и изменение спектра лимфоцитов,
появляется все больше и больше крупных клеток, а мелкие плаз-
моциты и лимфоциты исчезают. Спирохеты, частично утратившие
подвижность и дегенерировавшие, резорбируются лимфоцитами.
Инфекция сохраняется в организме вши до ее гибели. Из гемо-
лимфы спирохеты проникают главным образом в нервные ганг-
лии, заполняя их в массе. Лишь в исключительных случаях спи-
рохеты проникают в яичники или в слюнные железы. В этом случае
передача инфекции здоровому человеку происходит непосред-
ственно при питании инфицированной вши, однако в большинстве
случаев болезнь передается путем втирания содержимого раздав-
ленных насекомых в ранки кожи человека, образовавшиеся от
расчесов мест укусов вшей. Этим объясняется то, что люди, при-
выкшие к укусам вшей, не реагирующие на них чесанием кожи,
редко заболевают возвратным тифом и, наоборот, люди, не при-
выкшие к этим паразитам, заболевают быстро.
В. crocidurae проникает в ганглии тараканов и медляков при
их экспериментальном заражении суспензией, содержащей спиро-
хеты.
В некоторых видах колющих насекомых спирохеты из рода
Borrelia встречаются в слюнных железах. Массегэн и Палиначчи
[5] обнаружили в слюнных железах комара Anopheles gambiae
Giles из Судана спирохеты рода Borrelia с 4—6 витками и с вытя-
нутым в тонкий, часто изгогнутый отросток концом.
Эти же авторы совместно с Брунтом обнаружили подобную
спирохету в одном из 7923 исследованных комаров Anopheles fu-
nestus Giles. Наличие в комарах спирохеты ни в какой мере не
было связано с возвратным тифом.
Некоторые спирохеты рода Borrelia обитают в пищеваритель-
ном тракте разных видов насекомых, главным образом кровососу-
щих мух и их личинок. К ним относятся следующие виды:
Borrelia glossinae Novy et Knapp в Glossina palpalis Rob. et
Desv.
272
Borrelia melophagi Porter в Melophagus ovinus L.
Borrelia phlebotomi Pring. в Phlebotomus perniciosus Newst.
Borrelia noelleri Zuelzer в Simulium noelleri Fried.
Borrelia culicis Jaffe в Culex sp.
Borrelia ctenocephali Patton в Ctenocephalides felis Bouche.
Подобные виды спирохет йировец [3] обнаружил в Simulium
reptans L., а Серджент и Серджент [8], а также Синтон и Шюте
[9] в Anopheles maculipennis Meig.
К числу спирохет, связанных с видами насекомых, грызущих
и перерабатывающих древесину, в которых часто обитают микро-
организмы-симбионты, относятся следующие виды:
Borrelia stylopygae Dobell в Blatta orientalis L.
Borrelia parva Dobell в Blatta orientalis L.
Borrelia blattae Tejera в Blabera atropus
Borrelia minei Prowazek в Reticuliterm.es lucifugus Rossi
Borrelia termitis Dobell в термитах с Цейлона
Borrelia grassii Doflein в Calotermes из Италии.
Отнесение названных видов спирохет к роду Borrelia, основан-
ное на их форме и способности окрашиваться анилиновыми кра-
сителями, не окончательно.
Лишь в одном случае была описана спирохета, выделенная
из насекомых, пораженных септицемией. Пейо [6] обнаружил эпи-
зоотию гусениц капустной белянки, сопровождавшуюся измене-
нием окраски гусениц, как это бывает при обычных септицемиях.
Возбудителем этой септицемии оказалась Spirochaeta pieridis Pa-
illot длиной 5—12 мк, шириной 0,1—0,2 мк, с 2—7 и более витка-
ми. Пероральное заражение свежим материалом оказалось без-
успешным, и лишь путем инъекции в гемолимфу гусениц удалось
их заразить. Этот способ передачи инфекции гусеницам белянки в
природных условиях осуществляется уколами паразитов, напри-
мер Apanteles glomeratus L., которые могли явиться и переносчи-
ками при развитии упомянутой эпизоотии. Подробные данные о
патогенезе этой болезни отсутствуют. Установлено, что спирохе-
ты в массовом количестве находились в гемолимфе и в гиподерме
и лишь в небольшом числе между клетками жирового тела.
Указатель литературы
1. Dobell С., Arch. Protistenk., 26, 117—240, 1912.
2. Haber ко г n A., Z. Tropenmed. Parasitol., 14, 95—114, 209—239, 1963.
3. Jirorvec O„ C entr. Bakt., 1. Orig., 118, 77—80, 1930.
4. Mas seguin A., Palin acci A., Bull. Soc. Pathol. Exot., 47, No. 3,1954.
5. Masseguin A., Palinacci A., Bull. Soc. Pathol. Exot., 42, No. 2,1954.
6. Pai Hot A., C. R. Acad. Sci., 210, 615—616, 1940.
7. Sergent E., Foley H., Ann. Inst. Pasteur, 24, 337—373, 1910.
8. Sergent E. et al., C. R. Soc. Biol., 60, 291, 1906.
9. Sinton J. A., S h u t e P. G., J. Trop. Med. Hyg., 42, 125—126, 1939.
18 Я. ВеПзер
VII. Грибные болезни насекомых
Грибные болезни имеют наибольшее значение среди заболева-
ний, вызывающих значительную смертность насекомых. Эти бо-
лезни гораздо легче заметить простым глазом, так как мицелий
гриба прорастает не только через все тело насекомого, но часто
им покрыта поверхность тела и даже прилежащие участки суб-
страта.
Тело насекомого, пораженного микозом, не разлагается, а
обычно сохраняет исходную форму, целиком заполняясь нитями
мицелия — гифами. Наряду с подлинно энтомопатогенными гри-
бами, когда признаки болезни проявляются на еще живых особях,
известны случаи, когда грибы развивались на уже поврежденном
какими-либо физическими факторами теле хозяина или на трупах
погибших насекомых.
Для точного определения вида возбудителя необходимо распо-
лагать органами плодоношения гриба, образующимися лишь в
конечной фазе развития паразита в хозяине. Поэтому часты слу-
чаи, когда удается установить признаки, сопутствующие болезни,
но не вид гриба или же определить вид гриба, когда от насекомо-
го-хозяина остается лишь хитиновый покров, а о процессе разви-
тия болезни мы ничего не знаем.
При грибных заболеваниях насекомых нагляднее, чем при всех
других болезнях, значение состояния хозяина и влияние дозы
возбудителя на развитие болезни. Поражения насекомых, вызы-
ваемые погодными условиями, способствующими и развитию гри-
ба, могут привести к тому, что виды грибов, известные как непа-
тогенные для насекомых, могут проявлять себя как возбудители
болезни. Энтомопатогенные грибы могут быть узкоспециализиро-
ванными, паразитирующими только на одном хозяине и даже
только на определенной стадии его развития, в других случаях
они мало специализированы и способны заражать насекомых мно-
гих видов, родов, семейств и даже более высоких таксономичес-
ких групп.
Некоторые группы грибов Chytridiaceae связаны с водной
средой, другие (аскомицеты, несовершенные грибы) — с почвой,
многие с хорошо вентилируемыми ярусами растительности или с
жилищами человека (Entomophthoraceae). Некоторые грибы, на-
пример Laboulbeniaceae, растут на поверхности тела своих хозя-
ев, причем всегда в строго определенном месте, что позволяло
прежним систематикам включать этот признак в число таксономи-
ческих признаков, характерных для определенного вида. В этих
случаях грибы своими тонкими гифами врастают в ткани под
274
кожным покровом насекомого, живут за счет питательных веществ
его тела, но не разрастаются в такой степени, что это приводит к
гибели хозяина. Такие виды грибов в сущности нельзя относить
к числу энтомопатогенных. Другую довольно большую группу со-
ставляют виды грибов, которые развиваются не только в насеко-
мых, но и на мертвых органических остатках — на листьях, коре,
а также на семенах растений и т. п. Поэтому их патогенность
для насекомых в известной мере является частным проявлением
среди других возможностей. Примерами могут служить грибы из
родов Sporotrichum, Sphaerostilbe, Cephalosporium, а также часто
встречающегося в Чехословакии рода Beauveria. Другие виды
грибов, наоборот, очень тесно связаны с определенным хозяином,
как, например, виды из семейства Entomophthoraceae, обладающие
высокой избирательностью, поражают только определенных хозяев
и очень плохо развиваются на искусственных питательных средах.
Эти две последние группы грибов мы относим к энтомопатоген-
ным видам и при оценке указываем широту спектра их действия,
т. е. степень специализации в отношении видов насекомых.
Многие другие виды грибов по патогенности занимают проме-
жуточное положение. Некоторые, например Septobasidium, имеют
двоякие связи с щитовками: мицелий гриба поглощает питатель-
ные вещества из тел части особей колонии щитовок и тем вызы-
вают их гибель, ио вместе с тем разросшийся мицелий образует
защитный покров над остальными особями колонии и предохра-
няет их от заражения паразитами. В данном случае имеет место
переход от паразитизма к симбиозу. Следующей ступенью взаи-
моотношений между насекомыми и грибами являются примеры
разведения насекомыми полезных для них грибов (амброзиевые
грибы муравьев и короедов).
История изучения микозов насекомых. В прежние времена
единственными насекомыми, заболевания которых привлекали к
себе внимание естествоиспытателей, были пчела и тутовый шелко-
пряд. Поэтому наиболее ранние сведения о грибных болезнях
насекомых относятся к тутовому шелкопряду.
Мы, к сожалению, не располагаем достаточными данными по
этому вопросу, содержащимися в древней китайской и японской
литературе. В Европе первые упоминания о болезнях тутового
шелкопряда появились в X в., а описания этого явления даны
Антонио Валлиснери лишь в 1710 т. [225]. Прошло еще сто лет, по-
ка итальянец Агостино Басси [6] доказал, что белый налет на по-
верхности тела гусениц является грибом, мицелий которого про-
низывает все тело гусеницы, чем вызывает ее гибель. Название
болезни, которое ей дали шелководы, оказалось очень удачным.
Больные гусеницы, лежащие на решетках и в выкормках, внешне
похожи на мускатные конфеты, поэтому болезнь получила назва-
ние «мюскардина» или «французская мюскардина». Это название
постепенно стало общим для так называемых твердых микозов,
при которых тело пораженного насекомого затвердевает от раз-
18*
275
росшихся в нем гиф гриба. Агостино Басси своим сочинением
[6], вышедшим в 1835 г., положил начало практической энтомоми-
кологии, указав причины возникновения болезни — мюскардины,
а также пути ее предотвращения.
Намного старше история другой известной грибной болезни —
«хиа цао том чом». Это плодовые тела гриба Cordyceps chinen-
sis, который заражет гусениц некоторых совок и из них прора-
стает на поверхность земли в некоторых местах на склонах гор в
виде серого склероция, похожего по форме на проросток зерна.
Эти склероции в Китае считаются лечебным средством. С ран-
него средневековья их собирают и продают в Восточной Азии и
в настоящее время используют наряду с мандрагорой и другими
специфическими средствами в китайской медицине. Однако под-
линное происхождение склероциев из коммерческих соображений
сохранялось в тайне и они считались гибридом между растением
и животным. Связь этого гриба с насекомыми исследователи вы-
явили много позднее. В Европе эту болезнь впервые описал Рео-
мюр в 1726 г. Обычные представления о развитии болезни, кото-
рые в настоящее время являются очевидными и логическими, для
многих исследователей того времени были совершенно необычны.
Так, Герэн-Меневиль [69], который в 1849 г. наблюдал гифальные
тельца гриба Beauveria в гемолимфе гусениц тутового шелкопряда,
принимал их за измененные лимфоциты, не связанные с тем ор-
ганизмом, который проник в тело гусениц, как это теперь очевид-
но. Удивительно для нас и представление Кона, который считал,
что гриб Entomophthora tnuscae всегда осенью самозарождается
в теле мух. Наряду с этим тот же автор дал очень детальное и
точное описание болезней насекомых.
Понимание грибов, как патогенных для насекомых организмов,
получило признание лишь после общего развития микробиологи-
ческой науки, в чем большая заслуга Пастера, Коха и их сотруд-
ников. Первым исследователем, попытавшимся размножать в массе
энтомопатогенные грибы, был Илья Мечников, который куль-
тивировал гриб Metarrhizium anisopliae на пивной барде и ис-
пользовал получаемый биоматериал в борьбе с хлебным жуком
Anisoplia austrica Hrbst.
Вне непосредственной связи с ним, но в том же направлении
и подобными методами после Мечникова работал в Одессе и
Красильщик, который в 1884 г. получил за 4 месяца более 50 кг
сухих спор этого же гриба для опыливания ими против свекло-
вичного долгоносика Bothynoderes punctiventris Germ. Проводи-
лись исследования и в других местах с целью практического ис-
пользования возбудителей грибных болезней насекомых. В США
некоторые исследователи пытались использовать против ряда вре-
дителей обычные хлебопекарные дрожжи, но не получили поло-
жительного результата. Только применение культуры гриба Bea-
uveria bassiana против хлебного клопа Blissus leucopterus Say
принесло первый успех.
276
В литературе восьмидесятых годов прошлого века можно встре-
тить как проявление крайней неосведомленности авторов, так и
наоборот, совершенные представления о систематике энтомопато-
генных грибов. Примером последнего могут служить работы Тек-
стера о Entomophthoraceae и Laboulbeniales [209—214], которые,
хотя и были написаны 70 лет назад, до сего времени являются
классическими и непревзойденными исследованиями этих двух
важных групп энтомопатогенных грибов. В развитии знаний о гри-
бах, вызывающих болезни насекомых, в первой половине XX в.
образовался некоторый застой, что было результатом широкого
применения инсектицидов. Лишь опыт массового производства бак-
терий путем разведения в жидкости вызвал у исследователей
стремление к разработке новых методов размножения энтомопа-
тогенных грибов путем глубинного культивирования. В результа-
те этих усилий были разработаны промышленные методы раз-
множения спор Beauveria bassiana [169], при которых в одном чане
за 3 дня можно получить в 4 раза больше спор гриба, чем Кра-
сильщик получил за 4 месяца интенсивного труда. Однако массо-
вое производство неспециализированных грибов, т. е. возбудите-
лей широкого спектра действия, должно быть дополнено также
производством специализированных видов.
Пути заражения грибными инфекциями. Заражение грибными
болезнями видов насекомых, обитающих на суше, в большинстве
случаев связано с проникновением гиф гриба через кожные по-
кровы насекомых. В этом имеется определенное сходство с дейст-
вием на насекомых контактных инсектицидов. Споры грибов при-
липают к кожному покрову насекомого своей несмачивающейся
маслянистой поверхностью, в месте соприкосновения спора про-
растает и ростковая трубка проникает через хитиновую кутикулу
в тело насекомого. Проникновению ростковой трубки способству-
ют ферменты, выделяемые грибом в месте прорастания споры,
которые размягчают хитиновый покров и образуют в нем отвер-
стие, через которое гриб и проникает внутрь тела насекомого. Ху-
бер [80] обнаружил хитиназу в питательных средах, на которых
культивировали Beauveria bassiana. Meiarrhizium anisopliae, Cor-
dyceps militaris и Aspergillus flavus. Хитиназа должна быть ло-
кализована в верхушечной части ростковой трубки, в месте прора-
стания споры или в верхушечной части гифы.
Грибная инфекция может проникать в тело насекомых также
через ротовое отверстие. Таким путем попадают в пищеваритель-
ный тракт главным образом споры водных видов грибов, как, на-
пример, Coelomycidium, Coelomomyces и многие другие. Однако и
споры грибов Deuteromycetes также могут проникать в кишечник
с пищей и там развиваться, как это установлено для взрослых на-
секомых. В некоторых случаях в кишечнике насекомых обнару-
живали массы спор, что, по-видимому, приводило к прекращению
перистальтики кишечника под воздействием токсинов, выделяемых
спорами Aspergillus у пчел [216].
277
Третий путь заражения насекомых спорами грибов — их про-
никновение через дыхальца, как это наблюдал для Fusarium so-
lani еще Жиар [62]. В другом случае также удалось наблюдать
заболевание, при котором гифы гриба выходили из трахей гусе-
ниц Homoeosoma nebulellum Hub., но в связи с тем, что это была
лишь начальная стадия, невозможно было установить вид возбу-
дителя.
Наконец, четвертый путь проникновения грибной инфекции в
тело насекомых — отверстие полового аппарата. Меланоз яични-
ков проявляется только у пчелиных маток, в яичники которых
споры грибов проникают через половое отверстие после выхода из
пищеварительного тракта.
Развитие грибных болезней в теле насекомых. Первый период
развития микозов в насекомых обычно связан с массовым обра-
зованием коротких гиф гриба, которые с гемолимфой разносятся
по всему организму.
В следующей фазе у многих видов появляются иного типа ни-
ти мицелия, а на некоторых из них — короткие ветвящиеся от-
ростки со спорами или конидиями. В третьей фазе развития ми-
козов в одних случаях внутри тела хозяина происходит созревание
покоящихся, устойчивых спор, в других — гифы гриба прора-
стают наружу и на поверхности тела разрастаются в густой ми-
целий, из которого образуются спороносные отростки с конидия-
ми или покоящимися спорами.
Как и при других болезнях насекомых, так и в данном случае
интенсивность развития болезни зависит от формирования в теле
хозяина пригодных для паразита тканей, а также от восприимчи-
вости хозяина. Искусственными мерами можно понизить устойчи-
вость хозяина к возбудителю (сублетальными дозами инсектицидов,
повышением влажности среды). В некоторых случаях приме-
нением абразивных порошков можно нарушить покровы насеко-
мых и этим добиться более успешного их заражения. Защитные
силы насекомого — фагоцитоз, клеточная и гуморальная защита —
способны лишь на короткий срок задержать инвазию гриба. Бы-
вает фагоцитоз лишь единичных гиф гриба; при этом из числа
концентрирующихся слоями лимфоцитов образуются гигантские
клетки, которые поглощают и уничтожают проникшего паразита.
Однако одновременно в теле хозяина образуются другие гифы, ко-
торые проникают во все части организма и вызывают его гибель.
Лишь в редких случаях микозные болезни насекомых сопровож-
даются признаками интоксикации хозяина. Гибель хозяина в боль-
шинстве случаев вызывается поглощением из него грибом всех пи-
тательных веществ. Некоторые грибы из Chytridiaceae поражают
лишь какой-либо один орган хозяина, полностью разрушая его и
заполняя покоящимися спорами. При этом хозяин погибает лишь
в стадии куколки и споры высвобождаются из трупа в водную
среду. При большинстве болезней мицелий гриба проникает во все
органы тела.
278
Энтомопатогенные грибы проходят в организме хозяина только
один цикл развития, от прорастания спор до нового их образо-
вания.
При заражении грибными болезнями важное значение имеет
возраст и стадия развития насекомого. Некоторые грибы, как,
например, Beauveria, Metarrhizium, Cordyceps или Spicaria, зара-
жают как личинок, так и взрослых насекомых. В тех случаях,
когда взрослые насекомые и их личинки живут в различных усло-
виях, каждая из этих стадий поражается своей специфической
болезнью. Возраст насекомых имеет значение при заражении мно-
гими болезнями. Грибы семейства Entomophthoraceae часто пора-
жают более старых и взрослых насекомых, ослабленных после
откладки яиц *. Старые особи менее устойчивы и к грибам из Deu-
teromycetes и часто становятся их жертвой. Во многих случаях
грибы растут на таких насекомых уже как сапрофиты, проникая
в их тело непосредственно перед смертью. Совсем молодые особи
насекомых более восприимчивы к заражению Deuteromycetes в
связи с тем, что имеют более тонкий хитиновый покров. Для за-
ражения таких особей требуется меньшее количество спор.
На развитие болезней в известной мере оказывает влияние тем-
пература среды, с которой связана насыщенность воздуха парами
воды. Общеизвестно, что собранные в природных условиях насе-
комые, которые уже начали обрастать грибом, после первого пе-
реноса в лабораторию обедняются водой, подсыхают, и развитие
гриба в них прекращается. Для роста гриба Aspergillus flavus
оптимальна температура 32—45° С; аналогичный температурный
оптимум имеют тропические представители рода Cordyceps. На-
оборот, вид Cordyceps norvegica Olsen Sopp имеет низкий темпе-
ратурный оптимум (10—15°С). Обычные для Чехословакии виды
родов Beauveria и Metarrhizium лучше всего развиваются при
24—26° С, однако они способны заражать и развиваться в хозяине
даже при 10° С. Гриб Spicaria farinosa, который особенно часто
поражает насекомых, зимующих в почве, заражает их и развива-
ется в них при температуре лишь на полградуса выше нуля.
Данные о влиянии влажности воздуха сводятся к тому, что для
развития грибных болезней необходима высокая влажность (вы-
ше 90%). Однако следует иметь в виду, что такая высокая влаж-
ность обычно создается несколько раз в течение суток при пони-
жении и повышении температуры и, помимо того, каждый живой
организм (насекомое, лист растения и т. и.) образует вокруг себя
тонкий воздушный слой, насыщенный водяными парами, в связи с
чем точно определить режим влажности вблизи тела насекомого
при его заражении довольно трудно. Высокая влажность среды,
по-видимому, способствует ослаблению устойчивости организма и
проникновению в него гриба.
1 Такие энтомопатогенные грибы, которые поражают взрослое насекомое,
после окончания откладки яиц влияния на численность популяции не оказы-
вают. — Прим. ред.
279
Споры грибов Beauveria и Meiarrhizium сухие, их поверхность
маслянистая, как бы покрытая слоем жира. Их применение для
заражения насекомых в виде водной суспензии менее эффективно,
чем при опыливании сухим порошковидным биопрепаратом. Эта
особенность, которая противоречит общему правилу о необходи-
мости для развития грибов высокой влажности, объясняется тем,
что вода, покрывая кожные покровы насекомого, препятствует
прилипанию маслянистых спор к хитиновой поверхности. Конидии
грибов рода Entomophthora у большинства видов имеют хорошо
заметную слизистую оболочку, которая обеспечивает их прилипа-
ние, и благодаря этому заражение хозяина грибом не зависит от
влажности.
Однако высокая влажность все же необходима грибу в период
отделения конидий от конидиеносцев. Зооспоры некоторых хи-
тридиевых грибов смываются водой, переносятся ею па других
насекомых, к телу которых они пристают, и, разрушая хитиновый
покров, проникают внутрь хозяина.
Из остальных свойств самих грибов большое значение при за-
ражении насекомых имеет вирулентность спор и их количество в
окружающей среде. Степень вирулентности спор определяется ско-
ростью прорастания, процентом проросших спор и способностью
ростковой трубки проникать внутрь тела насекомого. Способность
спор к прорастанию у большинства видов энтомопатогенных гри-
бов очень быстро снижается под влиянием солнечных лучей, су-
хого воздуха, повышенной температуры, а также зависит от суб-
страта, на котором развился гриб. Подбором соответствующего
питательного субстрата (определенного хозяина) можно через не-
сколько пассажей отобрать линию (расу) гриба, интенсивнее и
быстрее развивающуюся в насекомых. Наоборот, споры, получен-
ные на песпецифичпом для гриба субстрате, очень часто совер-
шенно не заражают насекомых, хотя по внешнему виду ничем не
отличаются от вирулентных спор.
Численность спор энтомопатогенных грибов в биотопе явля-
ется фактором, который имеет гораздо большее значение, нежели
полагали ранее. Существует широко распространенное мнение,
что, например, споры гриба Beauveria bassiana встречаются в по-
левых почвах настолько часто, что их вполне достаточно для того,
чтобы вызвать эпизоотию почвообитающих видов насекомых, если
бы эти насекомые были восприимчивы к болезни.
Массовое производство спор этого гриба, осуществленное в
последнее время, позволило доказать, что единичные споры не-
способны вызвать заболевание, поскольку для этого необходима
определенная их концентрация па поверхности тела насекомого.
Таким образом, заражение насекомых энтомопатогенными гриба-
ми и возникновение эпизоотии возможны лишь при наличии ин-
фекции в количестве не ниже определенной пороговой дозы, как
и при заражении бактериями, вирусами и простейшими. Поэтому,
хотя в почве и содержатся споры грибов, их количество не всег-
280
да достаточно для того, чтобы вызвать массовое заболевание
обитающих здесь насекомых.
Наши знания о многих видах энтомопатогенных грибов, их
развитии в природе все еще недостаточны для того, чтобы можно
было представить их полный биологический цикл. Примером мо-
жет служить гриб Tarichium megaspermum, который известен в
мицелиальной стадии и в форме покоящихся спор, появляющихся
в большом количестве осенью в гусеницах совок. Попытки искус-
ственного заражения насекомых биоматериалом, взятым сразу
же после образования спор или через некоторые промежутки вре-
мени, не дали положительных результатов. Несмотря на это, в
природных условиях часто в течение недели болезнь внезапно
проявляется у тысяч гусениц на очень большой площади без ка-
кого-либо предварительного нарастания инфекции в биоценозе.
Где размножились споры гриба в необходимом количестве, оста-
ется неизвестным.
Некоторые элементы морфологического строения грибов'.
К грибам относятся организмы, очень разнообразные по своей
форме. В отличие от высших растений грибы не имеют корней,
стволов или стеблей, листьев, а также хлорофилла и не способны
к самостоятельной ассимиляции. В связи с этим подавляющее
большинство видов грибов — паразитические организмы, живущие
за счет готовых органических веществ в растениях и животных.
Грибы имеют клеточную структуру, и клетки содержат хорошо
заметные ядра. Размножаются они как половым, так и бесполым
путем. Тело грибов (thallus) состоит из грибницы — сплетения
нитей, гиф, которые густой сеткой покрывают объекты, служащие
источником питания гриба. Гифы разделены перегородками на
клетки или на большего или меньшего размера многоядерные
объединенные клетки — синцитии, в целом образующие мицелий,
или грибницу. Оболочки, стенки клеток образованы из калозы, гриб-
ной целлюлезы — углевода, близкого к лигнину. У некоторых ви-
дов грибов стенки клеток состоят из хитиноподобных веществ —
грибного хитина. Состав клеточных стенок изменяется с возрастом
грибницы, а также иод влиянием условий среды произрастания
гриба.
Из основных грибных гиф образуются различные другие фор-
мы гриба, Ризоморфы, или ризоиды,— обычно деформированные
гифы, с помощью которых гриб закрепляется на субстрате. По-
верхность ризоморф затвердевает и по форме приспособлена к
субстрату. Иногда ризоморфы имеют отростки, которые проника-
ют в живую ткань хозяина и в результате осмоса в организм гри-
ба притекают питательные вещества1 2. Такие отростки называют
гаусториями, они могут быть нитевидными, булавовидными или
1 Более подробную и точную общую характеристику грибов см. в учебнике
миколога Л. Н. Курганова. — Прим. ред.
2 Всасывание пит-^>льных веществ осуществляется сложнее, чем в резуль-
тате простого осмос" Большую роль играют явления пиноцнтоза. — Прим. ред.
281
членистыми, их общая поверхность достаточно велика, чтобы обе-
спечить абсорбцию питательных веществ. Гаустории образуются
и на других частях мицелия (сплетения гиф}, всюду где грибница
соприкасается с поверхностью хозяина. В некоторых частях мице-
лия грибные нити сплетаются в густую массу, образуя прозенхи-
му, где гифы расположены по длине тесно друг к другу, или псев-
допаренхиму, когда короткие, почти сферические клетки образуют
слой, напоминающий паренхиму высших растений. Эти два типа
уплотненного мицелия образуют твердые части гриба — строму и
склероции. Строма — масса грибницы, служащая основой для об-
разования половых органов гриба, что хорошо прослеживается на
плодовых телах грибов рода Cordyceps. Склероции — очень устой-
чивая к неблагоприятным воздействиям среды отвердевшая фор-
ма грибницы, часто типа псевдопаренхимы; в виде склероциев
гриб сохраняется в жизнеспособном состоянии в течение небла-
гоприятного для него периода.
Грибы, как указывалось, размножаются половым и бесполым
путем. Половой процесс заключается в слиянии двух разных по
половому признаку клеток (которые морфологически могут быть
одинаковы), а бесполое размножение происходит путем вегета-
тивного роста и деления клеток без предшествующей копуляции.
При бесполом размножении происходит расчленение мицелия на
клетки, распад клетки (спорангия) на множество дочерних кле-
ток (спорангиоспоры), которые отделяются от материнской клетки.
Из определенных клеток мицелия могут образовываться тол-
стостенные споры. Стадия гриба, которая наблюдается при рас-
паде гиф на мелкие клетки с тонкими стенками, называется ои-
диостадия, споры с толстыми стенками, которые образуются на
мицелии, называют хламидоспорами. Чаще всего у грибов встре-
чаются обычные, простые гиалиновые споры, образующиеся на
концах гиф и имеющие разную форму и окраску. Особым случа-
ем такого типа спор являются конидии грибов из Entomophtho-
гасеае, которые под воздействием осмотического давления как бы
«выстреливаются» из окружающей их оболочки.
В половых органах — гаметангиях — развиваются гаметы гри-
ба. Гаметы идентичны по своему общему строению (изогаметы)
или несколько отличаются друг от друга (анизогаметы). При сли-
янии двух гамет образуется зигота, являющаяся результатом по-
лового процесса. У многих видов грибов происходит слияние двух
рядом лежащих гиф мицелия с образованием в определенных ме-
стах плазматических «мостиков», через которые происходит об-
мен содержимым клеток и ядрами. Таким путем образуются зи-
госпоры, обычные для многих видов Entomophthoraceae.
Обзор энтомопатогенных грибов. Формы грибов и их филогене-
тические связи очень сложны и разнообразны. Уделять этому во-
просу много места при описании только тех видов, которые пора-
жают насекомых, нецелесообразно. Поэтому мы придерживаемся
системы, которую использовал Цейп [24] в своей монографии, где
282
читатель может найти более детальную характеристику различных
систематических групп грибов. Необходимо также упомянуть, что
к числу Chytridiales здесь отнесено несколько видов, которые
долгое время причисляли к низшим простейшим. При их описании
пришлось сохранить протозоологические термины некоторых при-
знаков, иначе у читателя могли бы возникнуть недоразумения
при чтении соответствующей литературы.
Флкомицеты — Phycomycetes
Характеризуются одноклеточным слоевищем (мицелием), из ко-
торого отчленяются небольшие подвижные клетки — зооспоры или
образуется ценоцитический мицелий (многоядерный, не разделен-
ный перегородками). В старых гифах могут быть редкие перего-
родки, возникающие обычно при образовании половых органов.
У высших форм первичное простое слоевище изменилось в ветвя-
щийся мицелий. Низшие формы фикомицетов образуют зооспоры
со жгутиками, и с помощью этих спор происходит бесполое раз-
множение. Зооспоры образуются в большом числе и в мешковид-
ных спорангиях. У высших представителей этой группы имеются
безжгутиковые, неподвижные апланоспоры, лежащие в споран-
гиях.
У наиболее совершенных видон этой группы уже имеются ко-
нидии. При слиянии гамет, образующихся в гаметангиях, возни-
кают зиготы или ооспоры. Из 11 порядков, составляющих класс
фикомицетов, только три порядка Chytridiales, Blastocladiales и
Entomophthorales содержат подлинно энтомопатогенные виды
грибов.
ХИТРИДИЕВЫЕ ГРИБЫ —CHYTRIDIALES
Этот порядок состоит из нескольких семейств, представители
которых являются паразитами водорослей, но также и нематод,
а иногда и насекомых. Размеры и все стадии развития грибов
приспособлены для поражаемых ими мелких организмов. Энто-
мопатогенными являются представители семи родов, которые близ-
ки к видам, паразитирующим на водорослях и нематодах. Для оп-
ределения их более точного систематического положения еще нет
достаточных необходимых данных о развитии в хозяевах. Некото-
рые виды хитридиевых грибов, первоначально поражавшие хозя-
ев, обитающих в воде, перешли на насекомых, развивающихся
полностью на суше, таких, например, как кокциды и жуки. Неко-
торые представители этого порядка способны растворять своими
ферментами ткани хозяев, как это известно для микозных забо-
леваний. Этим свойством обладают грибы из родов Coelomycidi-
ит, Myiophagus и Polycarium. У других видов паразит размно-
жается в тканях хозяина без предварительного их растворения.
283
К порядку Chytridiales мы относим роды Coelosporidium Mes-
nil et Marchoux, Coelomycidium Debaisieux, Polycarium Stempell
и Myiophagus Sparrow, Chytridiopsis Schneider, Coleospora Gibbs
и Mycetosporidium Lfeger et Hesse. У грибов из первых четырех
родов зооспоры высвобождаются из спорангиев, а у видов из ос-
тальных родов споры остаются в сферических цистах и вместе с
ними попадают с пищей в тело хозяина.
Coelosporidium periplanetae
Schwarczewski [177]
На тараканах Blatta orientalis и некоторых других видах бы-
ла зарегистрирована болезнь мальпигиевых сосудов, вызываемая
мелким грибом, развивающимся в полости желез и не проникаю-
щим в клетки эпителия. На стенке эпителия накапливаются яйце-
видно-удлиненные до сферических плазмодии («протопласты»?) с
зернистым содержимым и большим количеством мелких шаровид-
ных ядер. Помимо того, в плазме плазмодиев имеются сфериче-
ские или бесформенные хроматиновые тельца, интенсивно окра-
шивающиеся гематоксилином. В процессе развития происходит уд-
воение мелких ядер, а позднее их сильное увеличение. Вокруг
каждого ядра образуется яйцевидный или сферический сгусток
плазмы, и плазмодий распадается на одноядерные части, ядра ко-
торых имеют хорошо заметные, сформировавшиеся хромосомы.
Ядро переходит в стадию интерфазы (покоящееся ядро), ста-
новится шаровидным и расположено эксцентрично. В этой стадии
возникают яйцевидные споробласты и споры с пузыревидным яд-
ром. В процессе созревания споры ядро делится на два, и дочер-
ние ядра лежат друг возле друга по длине споры. Размеры спор
5,5—7,5X3—4 мк, при фиксации споры несколько уменьшаются.
Оболочка спор сильно преломляет свет, ее толщина 0,5 мк, к по-
люсам несколько утончается.
Болезнь является обычной в некоторых зонах, например в Ур-
бане (США). Особи, зараженные этой болезнью, при искусствен-
ном разведении давали здоровое потомство.
Coelomycidium simulii Debaisieux [35]
Этот гриб — возбудитель целомицидиоза личинок мошек (Si-
mulium) известный также под названием Serumsporidium melusi-
пае [145]; он заражает личинок Simulium latipes Meig., S. morsi-
tans Edw., Odagmia caucasica Rube, и другие виды. У заражен-
ных особей вначале появляется слабое помутнение прозрачного
тела, затем оно становится серо-опаловым и наконец розоватым
с просвечивающимися белыми участками жирового тела. Паразит
все развитие завершает в жировом теле личинки, и лишь в конеч-
ной фазе болезни, когда пораженные клетки разрываются, разные
стадии возбудителя переходят в гемолимфу, окрашивая ее в розо-
284
Рис. 16. Цикл развития Coclomycidiurn simulii:
а — первичные инвазионные стадии (зооспоры уже сбросныпие жгутик); б — клетка жи-
рового тела мошки с двумя стадиями гриба; в — растущий плазмодий; г — из плазмодия
образуется многоядерный спорангий с толстой оболочкой; 0 — содержимое спорангия рас-
падается на одноядерные кусочки, из которых образуются зооспоры; е — зооспоры с пол-
ностью развитым жгутиком, передвигающиеся все в одном направлении, расположены
в спорангии спиральными слоями по кругу; ж — зооспора с жгутиком прикрепленным
к ядру; у широкой его части расположено зернистое тельце; з — зооспора после длитель-
ного движения с вакуолизированным ядром; п —зооспора после сбрасывания жгутика пре-
образуется в инвазионную стадию типа «а».
ватый цвет. В течение года болезнь передается последовательно
от одного поколения мошек к другому.
Первые стадии гриба, которые обнаруживаются в весенних ли-
чинках— сферические тельца со слабоокрашивающейся плазмой,
в которых находится одно или несколько кариосомных ядер. Над
ядрами возле поверхности клетки расположены хроматиновые гра-
нулы на конусовидном вакуолевом основании. Эта структура со-
храняется и у двуядерных стадий, но в дальнейшем ядра продол-
жают делиться и описанная структура исчезает. В этой стадии
гриб обладает подвижностью, подобно амебе, и передвигается в
гемолимфе по всему телу личинки 2-го возраста. Через небольшое
отверстие возбудитель проникает внутрь клеток жирового тела и
делится на большое количество одно- или многоядерных частей,
поступающих во все клетки жирового тела. В жировых клетках
тельца этой стадии гриба приобретают сферическую форму, их
ядра делятся, образуя большое количество дочерних ядер, и соз-
давшиеся таким путем плазмодии («протопласты») вырастают в
заметные сферические образования диаметром 50—100 мк. С раз-
витием таких образований запасы жирового тела в клетке раство-
285
ряются, клетки теряют также плазму и в конечном итоге жировое
тело превращается в массу, содержащую остатки воскоподобных
клеточных оболочек, заполненных плазмодиями. Плазма в этих
сферических образованиях гриба отделяется, и вокруг каждого яд-
ра дифференцируется яйцевидный участок. Таким путем образует-
ся спорангий, содержащий много сотен зооспор.
Стенки спорангия относительно тонкие, бесструктурные. Зоо-
споры на одном полюсе имеют жгутик, от которого отходит тонкая
соединительная нить (ризопласт) к ядру, имеющему каплевид-
ную форму. Над широкой частью ядра на противоположном его
полюсе имеется воронковидная вакуоль или тельце с зернистым
содержимым, происходящим из остаточных телец после редукции
хромосом. Зооспоры в спорангии расположены по спиралям, при-
чем у всех зооспор жгутики направлены в одну, а вакуоли в дру-
гую сторону. На этой стадии развития паразита личинка погибает,
спорангии освобождаются из мертвой особи, развиваются и зоо-
споры попадают в воду.
Размер зооспор 6X8 мк, длина жгутика 16 мк. Зооспоры раз-
носятся током воды и, попадая на фильтрующий аппарат и ды-
хальца личинок, заражают их. Жизнеспособность зооспор сохра-
няется всего несколько часов, и если за это время они не встретят
своего хозяина, то погибают. Дебезье считал зимующей формой
гриба толстостенные цисты в жировом теле некоторых видов мо-
шек. Размер этих цист 30—70 мк, внутри их имеется клетка с мно-
гочисленными зернышками в плазме ядер. Позднее на каждом яд-
ре появляются удлиненные метахроматические гранулы. Содер-
жимое цисты высвобождается и делится на одноядерные отрезки,
которые весной рассеиваются в тканях хозяина.
Болезнь распространена повсеместно в Европе и Азии на раз-
ных видах мошек. Ее можно обнаружить в личинках мошек
3—4-го возраста, когда зараженные особи запаздывают в разви-
тии и остаются в личиночной фазе после окукливания здоровых
личинок, а затем погибают.
В Чехословакии болезнь встречается в зараженных водоемах,
где ею поражается 5—30 и более процентов личинок мошек. За-
раженные личинки прикрепляются к растениям или к камням вме-
сте со здоровыми. По всей вероятности, болезнь могут разносить
взрослые насекомые, которые слабо заразились па стадии личин-
ки последнего возраста.
Coelomycidium ephemerae Weiser [232]
Эта болезнь, возбудитель которой морфологически точно соот-
ветствует вышеописанному паразиту мошек, в редких случаях
встречается у личинок поденки Cloeon. rufulum Mull, в окрест-
ностях Хотеборжа (Чехословакия). Одноядерные отрезки, из ко-
торых образуются зооспоры, имеют длину 3—4 мк. Диаметр спо-
рангия 50 мк.
286
к этому роду, а возможно, к данному виду относится паразит,
которого Кодреану [26] описал как Endoblastidium caulleryi. Встре-
чается довольно часто у осенних личинок поденки Baetis rhodani
Pict, в Синайе (Румыния). Больных личинокможно обнаружить от
сентября до ноября. В начале заболевания они не имеют замет-
ных признаков болезни, затем белеют. Все стадии развития гриб
проходит в полости тела хозяина. Током гемолимфы сферические
стадии гриба разносятся по всем частям тела, включая ноги, ды-
хальца и т. п. Паразит концентрируется преимущественно вокруг
частиц жирового тела.
Многоядерные образования гриба имеют диаметр 13—18 мк,
спорангии достигают 30—50 мк. Они имеют более толстую обо-
лочку, и в них происходит новое деление ядер и в конечном ито-
ге дифференцируются зооспоры. Спорангии заполняют все тело
зараженного хозяина, которое белеет и отекает, в теле создается
повышенное давление, которое разрывает стенку прямой кишки,
и через образовавшееся отверстие спорангии выбрасываются нару-
жу. В течение следующих 24 часов оболочка спорангия разрыва-
ется, и из него высвобождаются зооспоры с длинным жгутиком,
шарообразным ядром и зернистым образованием на противопо-
ложном от основания жгутика полюсе. По внешнему виду они
очень похожи па зооспоры С. simulii.
Развитие паразита в теле поденок замедляет их рост, истоща-
ет резервные вещества, и жировое тело дегенерирует. Зачатки
крыльев поденок остаются недоразвитыми, развитие гонад оста-
навливается на ранней стадии. Реакция лимфоцитов неэффектив-
на и бывает лишь в самом начале развития болезни [26].
Хитридиоз щитовок —
Myiophagus ucrainicus Wize [243]
Очень близким к роду Coelomycidium является род Myiopha-
gus Sparrow. К этому роду относится паразит свекловичного дол-
гоносика (В. punctiventris Germ.) и хлебного жука (Anisoplia
austriaca Herbst), которого впервые обнаружил Визе [243] на
Украине. Тело мертвых личинок, пораженных этим паразитом,
было заполнено морщинистыми, покоящимися спорами. Визе на-
звал паразита Olpidiopsis ucrainica. Позднее Текстер обнаружил
в куколках двукрылых в США, по-видимому, того же паразита,
которого описал Сперроу [185] и включил его во вновь образован-
ный род Myiophagus. Еще позднее Петч [148] обнаружил этого
возбудителя в личинках двукрылых в Англии. По-видимому, того
же паразита выделил из кокцид Lepidosaph.es becki и L. newstea-
di и описал Карлинг [93].
Myiophagus ucrainicus Wize превращает тело зараженных кок-
цид в оранжевую массу спорангиев, которые при высыхании при-
обретают вид тонкого порошка. Карлинг [93] установил на Бер-
мудских островах, что зараженные особи кокцид на четверть
287
Рис. 17. Стадии развития Myiophagus ucrainicus в теле щитовки.
а —плавающие зооспоры; б — оседающие зооспоры; в — прорастающая зооспора; г — мице-
лиальная иить гриба, проросшая в тело щитовки; д — слоевище, преобразующееся в клет-
ки, из которых возникают спорангии; е — образование спорангиев; ж, з—молодые шаро-
видные спорангии с делящимися ядрами; и — открывающийся спорангий; к — зооспоры,
выплывающие из спорангия; л —спорангий с закрытыми папиллами; м — покоящаяся спо-
ра с узорчатой поверхностью; н — покоящаяся скора; о — покоящаяся спора перед ее
прорастанием; п — разрывающаяся внешняя оболочка спорангия; р — освободившаяся зоо-
спора.
крупнее особей нормального размера. В теле мертвых насекомых
содержатся сферические спорангии, которые в воде открыва-
ются, и из них выходит большое количество веретеновидных
или каплевидных зооспор с одним длинным жгутиком. Размер
зооспор 3—5X5—8 мк, длина жгутика 24—27 мк. Небольшое ша-
ровидное ядро расположено в задней части зооспоры, а передняя
ее часть покрыта как бы шапочкой из оранжево-желтых зернышек.
Иногда зооспоры не отделяются друг от друга и из них образуется
многожгутиковый комочек — особая стадия паразита. В воде, в
питательных жидких средах и на агаре зооспора оседает через
30—45 минут и переходит в сферическую стадию, выпускающую
тонкие нити. Оранжево-желтые гранулы, составляющие «шапочку»
зооспоры при ее прорастании распадаются и переходят в ростко-
вую трубку и в процессе роста гриба исчезают. Ростковая трубка
достигает длины 100 мк, если ранее не встретит на своем пути
пригодный для развития субстрат. Когда ростковая трубка сопри-
касается с кутикулой насекомого-хозяина, она внедряется в его
288
тело, непосредственно под кутикулой разветвляется и обра-
зует сплетение гиф с большим количеством ядер и множеством
светопреломляющих зернышек, рассеянных в плазме. Гифы раз-
растаются, делятся на части, которые, укорачиваясь, превраща-
ются в широковеретеновидные образования, в дальнейшем при-
нимающие почти шаровидную форму. Пустая оболочка зооспоры
после ее прорастания сбрасывается с поверхности тела хозяина.
Отдельные участки гиф разделяются друг от друга мембранными
перегородками, и содержащиеся внутри гиф светопреломляющие
вакуоли соединяются в крупные сферические вакуоли, от желтого
до оранжевого цвета. Образовавшиеся таким путем спорангии
быстро отделяются друг от друга. Спорангии сферические, тонко-
стенные, диаметром 17—45 мк иногда имеют удлиненную форму,
размеры 25—35X40—75 мк и стенки толщиной 1,8—2 мк. Они не
дают реакции на целлюлозу. Центральные вакуоли размером
12—30 мк. Помимо них, имеются еще несколько вакуолей мень-
шего размера, в большинстве желто-оранжевого цвета. Внутри
молодых спорангиев вновь происходит деление ядер; большие ва-
куоли распадаются на мелкие. Одновременно на поверхности спо-
рангия образуются мелкие вздутия диаметром 9 мк и высотой
3—5 мк.
Содержимое спорангия разделяется на небольшие участки,
каждый со сгустком желто-оранжевых вакуолек. Спорангии оста-
ются в телах мертвых насекомых, ио, попав в воду, через 2—6 ча-
сов открываются в местах вздутии; из них выходят скопления зоо-
спор, которые разделяются на одиночные споры, вращающиеся
в воде. Цикл развития гриба закапчивается тем, что зооспора, по-
пав на нового хозяина, прорастает внутрь тела. Созревание спо-
рангиев и выход из них зооспор происходят неодновременно, по-
этому из тела одного мертвого насекомого тысячи зооспор выхо-
дят в течение недели и более. Карлингу [93] удалось во влажной
камере искусственно заразить только червецов Pseudococcus citri
и Р. longispinus, но не удалось заразить куколок мухи Droso-
phila sp. Можно полагать, что специализация возбудителя не
очень узкая и возможность передачи инфекции зависит от соот-
ветствия инфекционной стадии паразита и подходящей для его
развития стадии хозяина.
Фишер и др. [54] обнаружили эту болезнь во Флориде и изу-
чали частоту встречаемости гриба в местных популяциях Chry-
somphalus aonidum L., Parlatoria pergandii Comst, Lepidosaphes
gloveri Pack, и Lepidosaphes becki Newm.
В живом материале, собранном Вейзером в октябре 1963 г.,
зараженные насекомые заметно отличались от здоровых по медо-
во-желтой окраске. После гибели больные особи несколько темне-
ют. Степень распространения болезни в колониях кокцид зависит
от положения заселенного насекомыми листа и от места на ли-
сте. Вдоль жилок, где вода чаще задерживается, зараженные кок-
циды встречаются чаще, чем на выпуклых частях листа. Графики,
19 Я. Вейзер
289
Рис. 18. Воздействие Myiophu-
gus ucrainicus иа щитовку Le-
pidosaphes becki. Процент за-
раженных щитовкой веток ли-
мона (толстая линия) и про-
цент щитовок погибших от гри-
ба (тонкая линия) па планта-
циях во Флориде [54].
Рис. 19. Воздействие Myiophagus исга~
inictis па популяцию щитовки Lepido-
saplies becki по Флориде в 1948—
1949 гг. Толстая линия — процент зара-
женных веток лимона, пунктирная ли-
лия — процент больных щитовок. За-
штрихованная часть — болезнью попу-
ляция щитовки [54].
составленные Фишер, показывают зависимость частоты встречае-
мости зараженных щитовок от их общей численности на исследо-
ванных частях деревьев. Эта зависимость очевидна не только для
периодов массового размножения щитовки, но и для периодов с
обильными осадками, когда чаще происходят заражения. Климат
средней Флориды в окрестностях Лейк Альфред обеспечивает оп-
тимальные для развития болезни условия благодаря высокой
влажности воздуха и частым дождям, а в засушливой Калифор-
нии эта болезнь практически отсутствует. Изучение влияния
опрыскивания цитрусовых химикатами на развитие болезни щито-
вок показало, что после обработки насаждений масляными эмульси-
ями степень распространения болезни резко снизилась, однако
опрыскивание растворами препаратов, содержащих соли меди и цин-
ка, резко повысило распространение болезни, и через 4 месяца бы-
ло заражено 90%' щитовок. Мума и Кленси [133] установили, что
степень заражения популяции щитовки колеблется по годам: так,
в 1958, 1959 и 1960 гг. зараженность колоний щитовки L. becki
заметно уменьшилась, по-видимому, в результате широкого при-
менения химических средств борьбы с этим вредителем.
У гриба Myiophagus из Флориды мы обнаружили только тон-
костенные желтые спорангии, подобные тем, которые находил
Карлинг. В материале, собранном Текстером на мухах, а также
в материале Визе из свекловичного долгоносика и хлебного жука
содержались покоящиеся споры с оранжевой, мелкоячеистой по-
верхностью. Такие споры отсутствовали в материале из Канады,
Флориды и с Бермудских островов. Очень возможно, что имеют-
ся два разных вида паразита, отличающихся от первоначально
подробно описанного.
290
Polycarium ecdyonuris Weiser [232]
Штемпел описал в 1901 г. грибного паразита златоглазки Po-
lycarium, отличающегося своими спорами, сбоку которых имеются
телескопические трубчатые выросты. Вейзер [232] выделил из ли-
чинок поденок паразита, которого вначале относил к роду Haplo-
sporidium, но затем установил его принадлежность к роду Polyca-
rium, описанного Штемпелом. Гриб Polycarium ecdyonuris обна-
ружен в личинках старшего возраста поденки Ecdyonurus venosus
в реке Доубравце близ Хотеборжа (Чехословакия). Заражен-
ные личинки мельче нормальных и не зеленовато-серого, а жел-
того цвета. С развитием болезни тело личинок утолщается и жа-
берные придатки отпадают. Если оторвать жаберные лепестки
или растереть тело личинки, выделяется белая масса, содержа-
щая большое количество яйцевидных спор, которые благодаря сво-
им боковым выростам напоминают по форме окарино. Боковые
трубчатые выросты спор заканчиваются круглым отверстием.
На срезах больных личинок видно, что инфекция проникла в
жировое тело, где паразит и развивается. Ранние стадии гриба —
сферические клетки с кариосомным ядром диаметром 2 мк, из ко-
торых вырастают плазмодии (синцитии) яйцевидной формы, с
тонкой оболочкой, содержащие 8—20 пузыревидных ядер, с бес-
форменным хроматиновым зерном в центре. По достижении
5—10 мк синцитии вновь распадаются на одноядерные гифы.
В массе гиф появляются яйцевидные 3—4 мк длины образования,
стадии гриба, которые заполняют почти всю клетку с хроматином,
расположенным лентой вдоль хромосом. После четкого митоза
происходит разделение ядра, в результате чего двуядерные фор-
мы преобразуются в одноядерные, в которых ядро расположено,
непосредственно у стенки клетки. Шаровидные стадии гриба раз-
растаются, удлиняясь, принимают яйцевидную форму, и их ядро,
ранее лежащее у стенки клетки, выдавливается наружу. Образо-
вавшаяся таким образом оболочка спорангия несколько утолща-
ется, и ядро вливается в спорангий. Ядро делится, и дочерние яд-
ра концентрируются очажками по эллипсу контура спорангия.
Размеры спорангия 10X15—20 мк, тубусовидный вырост 2 мк,
диаметр отверстия на его конце 1,5 мк.
В последней фазе образования спорангия жировое тело зара-
женной личинки поденки уже полностью уничтожено, остаются
лишь оболочки клеток, они разрываются, и в полость тела выли-
вается поток спорангиев. Зараженные особи хозяина проходят
лишь часть цикла развития, обычно до первой нимфальной фазы.
Вылета взрослых насекомых не происходит, нимфа погибает рань-
ше и разлагается.
Яичники, формирующиеся у нормальных поденок на стадии ли-
чинки, у больных недоразвиты или совсем отсутствуют. Отсутству-
ет и жировое тело — резерв для образования новых тканей. В во-
де трубка споры открывается, и . ее содержимое выливается
19*
291
наружу. При фиксации вся поверхность споры мешковидно вздува-
ется и трубка лопается. Количество и форма зооспор, содержа-
щихся в спорангии, пока не установлены. Развитие зооспор в спо-
рангии происходит еще в период его нахождения в воде.
Кодреану [26], приводящий рисунки спорангия и синцития с не-
большим числом ядер гриба, выделенного им из личинок поденки
Rhithrogena semicolorata Curt., обитающих в ручьях Синайи (Ру-
мыния), относит этот вид к роду Endoblastidium под названием
Е. legeri. Спорангии этого гриба имеют размер 20—25 мк.
Chytridiopsis socius Schneider [177]
Гриб — возбудитель болезни поражает кишечный эпителий жу-
ков Blaps mucronata Latr.
Зараженные особи по окраске и поведению не отличаются от
здоровых. В эпителии кишечника вначале появляются мелкие яй-
цевидные образования размером 1,5X2 мк с большим кариосом-
ным ядром, обычно лежащим между центром клетки и базальной
мембраной, расположенной по направлению к мышцам кишечни-
ка. По мере развития при постепенном делении ядер паразит рас-
тет и образуются яйцевидные плазмодии с многими ядрами. Раз-
меры плазмодиев 20 мк в длину и 7 мк в ширину. Плазмодии, ко-
торые в этой фазе имеют бесформенную морщинистую поверх-
ность, начинают раздувать эпителиальную клетку, в которой они
находятся, и оттесняют ее ядро. В ядрах плазмодиев всегда со-
держится по два сферических хроматиновых ядрышка. Плазмодий
распадается на такое количество схизозоитов, сколько в нем име-
ется ядер. Схизозоиты сферические, размером 1,7 мк, с ядром,
прижатым к оболочке. Как только схизозоит отделяется от осталь-
ных, образуется амебовидная стадия гриба и оболочка плазмодия
становится оболочкой спорангия. Созревший спорангий разрыва-
ется, зооспоры вытекают в полость кишечника и, проникая в еще
незаряженные клетки, поражают.их. Леже и Дюбоск [109] наблю-
дали развитие в эпителии кишечника двух типов гамет, по форме
и происхождению подобных зооспорам. Одни из гамет несколько
крупнее (9), другие мелкие с крупным ядром (d). В результа-
те слияния этих гамет образуются зиготы, которые морфологиче-
ски заметно отличаются от плазмодиев. Зиготы почти шаровидные,
с хорошо видимым цитоплазматическим слоем на поверхности, в
котором концентрируются остатки хроматина, образовавшиеся в
результате деления ядра внутри образующейся таким путем ци-
сты. Цисты сферические, диаметром 10—15 мк. Их содержимое
распадается на множество шарообразных спор, 1,5 мк в диамет-
ре. После того как пораженные клетки эпителия разрываются и
их содержимое поступает в полость кишечника, споры вместе с
цистами выходят с экскрементами наружу. Те же авторы доказа-
ли, что, скармливая здоровым жукам пищу с примесью таких
цист, можно легко вызвать заражение.
292
О вредоносности болезни для
хозяина нет достаточных дан-
ных. Повреждение эпителия при
слабой инфекции, по-видимому,
заметно не проявляется, посколь-
ку погибшие клетки возмещают-
ся регенерацией оставшихся.
При искусственном разведении
насекомых, когда возможны ча-
стые повторные заражения, бо-
лезнь должна вызывать и ги-
бель хозяина.
Из других хозяев известны
другие виды возбудителей того
же рода: Chytridiopsis clerci Le-
ger et Duboscq [109] с толсто-
стенными цистами диаметром
7—12 мк и спорами размером
3X1,4 мк, поражающий Diape-
ris boleti L., Chytridiopsis varia-
bilis Leger et Duboscq, имеющий
цисты диаметром 9—16 мк и ша-
ровидные споры 2 мк в попереч-
нике, развивающийся в Тгох рег-
latus L., Chytridiopsis aquaticus
Leger et Duboscq из Helodes
Рис. 20. Chytridiopsis socius в ки-
шечнике Blaps sp.:
a — образование зооспор; б — женская
клетка; в — молодой плазмодий; г — боль-
шой плазмодий с диплокарионами;
О — плазмодий; с — микрогаметы; ж — ос-
вободившиеся микрогаметы; э — спороци-
ста; и—ехпзозопты; к—выбрасывание
схизозоптон; л - - спороциста [109].
minutus L., имеющий цисты яйцевидной до шаровидной формы,
диаметром 11—18 мк, с многочисленными шаровидными спорами
размером 1 мк.
Mycetosporidium talpa Leger et Hesse
Эта болезнь была обнаружена Леже и Хессе, описавшими воз-
будителя в кишечном эпителии долгоносика Otiorrhynchus fusci-
pes Oliv. В пораженной ткани имеются яйцевидные, иногда в
форме языка плазмодии с небольшим числом ядер, из которых
образуются споры. Плазмодии имеют прочную, мало проницаемую
для красителей оболочку, в их плазме содержится 8 ядер, из
которых развивается 8 спорозоитов. Авторы, описавшие возбуди-
теля, считали этот вид близкородственным с одной стороны к сли-
зевикам и с другой —к гаплоспоридиям, но по некоторым при-
знакам он отличается как от тех, так и от других.
Mycetosporidium jacksonae Tate
Этот вид, описанный Тейтом, очень близок к предыдущему, а
по некоторым признакам напоминает также Haplosporidium typo-
graphy На основе материалов Тейта, которые были доступны, раз-
293
витие возбудителя происходит в кишечном эпителии и в эпителии
мальпигиевых сосудов жуков Sitona sp. Наиболее ранней из об-
наруженных стадией развития паразита являются шаровидные или
яйцевидные одноядерные схизонты, проникающие в клетки пора-
жаемой ткани. Они имеют относительно крупное ядро с округлым
хроматиновым зерном в центре. Иногда они вырастают в бес-
форменные образования, и в них происходит многократное деление
ядра, после чего в некоторых случаях вновь отделяются од-
ноядерные меронты, в иных случаях образуются плазмодии, со-
держащие более 8 ядер. При просмотре некоторых препаратов
создается впечатление, что плазмодии имеют ризоидные отростки,
что, однако, может быть вызвано препарированием свежего ма-
териала. Признаки митотических фигур видны только на неко-
торых стадиях развития гриба. Представляется, что конечной
Рис. 21. Цикл развития Mycetosporidium jacksonae:
а, б — одноядерные схизонты в клетках эпителия; в, д — многоядерные схизонты;
г — сферический плазмодий с густой плазмой и многими ядрами; е, з — вырастающие из
плазмодия спорогонии и их распад иа многоядерные кусочки; и, к — из многоядерных
кусочков образуются спорангии с прочной оболочкой; л, м — созревшие спорангии (по
Тейту).
294
стадией этой фазы являются шаровидные плазмодии с очень гу-
стой плазмой и многими ядрами. Вокруг них в пораженной тка-
ни возникает вакуоль, которая, по-видимому, образуется под воз-
действием паразита. Плазмодии, распадаясь, заполняют эту
вакуоль веретеновидными отрезками с одним ядром, а также раз-
жиженным плазмодием, вокруг многочисленных ядер которого
концентрируется более плотная плазма.
В более старых цистах можно уже обнаружить восковидную
структуру, разделяющую плазмодии, которые образуются из пер-
воначальных веретеновидных или яйцевидных отрезков в виде ша-
ровидных образований, содержащих максимум 8 ядер. В этой
фазе ядра уже более мелкие, компактные иногда удлиненные.
Поверхностная оболочка этих плазмодиев уплотняется, содержи-
мое хуже окрашивается, затем образуются вначале чечевицевид-
ные, позднее приплюснутые с одной стороны споры (собственно
панспоробласты или цисты) в плазме, которые содержат по
8 ядер. Оболочка этих спор трудно проницаема для красителей.
Размеры спор 5—7X4 мк, содержимое спор плохо различимо под
микроскопом, при фиксации споры деформируются. В литературе
отсутствуют данные о структуре спор и о происходящих в них
изменениях; можно предполагать, что внутри спор образуется
8 одноядерных спорозоитов. Перегородки, образовавшиеся при
споруляции между панспоробластами, постепенно автолизируют-
ся, оболочка пораженной эпителиальной клетки разрывается, и
высвободившиеся из клетки споры поступают в полость кишеч-
ника, а затем с экскрементами выделяются наружу. О патологи-
ческом действии возбудителя на зараженных жуков пока ничего
неизвестно.
Coleospora binucleata Gibbs [64]
Гиббс [64] описал паразита, названного им Coleospora binucle-
ata, который поражает мальпигиевы сосуды жука Gonocephalum
arenarium в ЮАР. Систематическое положение этого возбудите-
ля нуждается в уточнении. Инфекция проникает в мальпигиевы
сосуды, по-видимому, через кишечник. У зараженных особей бы-
вают полностью поражены все железы этого органа. При вскры-
тии насекомых наличие болезни можно установить по слепым вы-
ростам, выступающим из мальпигиевых сосудов в полость тела.
Эти выросты образуются под влиянием плазмодиев паразита, раз-
вивающихся в клетках эпителия. Многоядерные плазмодии давят
шиповидным образованием на стенку мальпигиевого сосуда и вы-
тягивают ее в вырост длиной до 15 мк и шириной 7 мк. Сфериче-
ский конец плазмодия в клетке увеличивается до 15 мк в диамет-
ре. В эпителии находятся и другие одноядерные плазмодии или
же стадии развития гриба с небольшим числом ядер. Деформа-
ция ткани, вызванная давлением плазмодиев, сохраняется дли-
тельное время. С развитием болезни образуется большое количе-
295
Рис. 22. Coleospora binucleata:
fl — гаметы и цитоплазме плазмодии;
б — спороциста, в натуре, сверху и сбоку;
в—выбрасывание зародыша под воздей-
ствием азотной кислоты; е — зиготы п
плазмодии [64].
ство таких выростов — протубе-
ранцев (часто до 100 на одном
сосуде), которые затем остаются
незаполненными.
В просвет мальпигиевых сосу-
дов выпадают вторичные плазмо-
дии шириной 9 мк, обычно с
восемью яйцевидными или шаро-
образными ядрами. Плазмодии
прикрепляются к стенке сосуда
разветвленными псевдоподиями,
увеличиваются в размерах, и
одновременно происходит деле-
ние их ядер. В полости сосудов
появляются гроздевидные скоп-
ления шаровидных пли яйцевид-
ных одноядерных образований,
которые попадают на поверхность
плазмодиев и погружаются в них. Лишь половина ядер плазмо-
дия сливается с ядрами проникших в него новообразовавшихся
гамет. Образующаяся в итоге слияния ядер стадия развития гри-
ба имеет сферическую форму и диаметр около 3,5 мк. После об-
работки красителем Гимза эти образования окрашиваются в ин-
тенсивно синий цвет, а остальные части плазмодия окрашиваются
очень слабо. Таким путем в каждом плазмодии образуется 5—
10 сферических зигот. Зиготы преобразуются в споры, вытягива-
ясь, приобретают веретеновидную или яйцевидную форму, разме-
ром 11,5X4,5 мкс ядром, лежащим в центре. Споры располагаются
параллельно друг другу в оболочке яйцевидной цисты, окружен-
ные остатками плазмы и ядер плазмодия. Каждый споробласт об-
разует утолщенную оболочку споры и заключает червеобразный
зародыш, ядро которого делится на два. Спора имеет поперечные
бороздки, умеренно s-образно изогнута, с продольным швом.
В середине споры образуется впадина, где появляется отверстие,
через которое выходит зародыш, изогнутый в форме буквы v.
Экспериментально не удалось добиться раскрывания спор и за-
ражения ими хозяина. Воздействием 50%' HNO3 удалось in vitro
выделить зародыш из споры. Гиббс неудачи искусственного зара-
жения объясняет тем, что, по-видимому, заражению подвержены
только личинки в первых возрастах.
К вышеописанным грибам относится и другой паразит маль-
пигиевых сосудов насекомых — Nephridiophaga apis Ivanic [82].
Разные стадии развития этого гриба заражают и уничтожают
клетки эпителия мальпигиевых сосудов пчелы Apis mellifera L.
После развития и размножения плазмодиев в них образуются яй-
цевидные споры, которые с экскреторными выделениями сосудов
поступают в кишечник, а затем с экскрементами выходят наружу.
Болезнь встречается очень редко.
29G
Хелльдоблер в 1933 г. и Тор в 1930 г. описали из разных ви-
дов клещей и муравьев несколько организмов, систематическое
положение которых неясно, так как отсутствуют достаточные дан-
ные об их биологических циклах.
Myrmicinosporidium durum Holldobler образует в полости тела
муравьев Solenopsis fugax Latr. и Leptothorax tuberum Latr. ко-
локоловидные образования шириной 25 мк, с плотной оболочкой.
BLASTOCLAD1ALES
Blastocladiales — грибы, мицелий которых не имеет перегоро-
док п образует многоядерные сплетения, не имеющие оболочек.
У энтомопатогенных грибов из Coelomomycetaceae из разветвлен-
ных гиф образуются толстостенные хламидоспоры — покоящаяся
стадия гриба — содержащие большое количество зооспор с жгу-
тиками. Кейлин [96] обнаружил первого паразита из этой груп-
пы в личинках комаров в Индии. После этого было описано бо-
лее 20 видов возбудителей болезней насекомых из Coelomomyce-
taceae, выделенных главным образом из личинок двукрылых насе-
комых. Энтомопатогенными являются грибы только из семейства
Coelomomycetaceae, представители семейства Blastocladiaceae —
сапрофиты, а семейства Catenarisceae — паразиты нематод.
COELOMOMYCETACEAE
Мицелий этих грибов, как уже упоминалось, многоядерный,
без перегородок. На концах тонких, длинных мицелиальных ни-
тей образуются толстостенные спорангии характерной формы с
разного рода жилками и выростами на поверхности. Вдоль спо-
рангия проходит бороздка, по которой он разрывается, давая вы-
ход зооспорам, снабженным одним жгутиком. Грибы этого семей-
ства развиваются в гемолимфе насекомых. Мицелий грибов не
прорастает в органы хозяина, но, потребляя питательные вещест-
ва, препятствует восстановлению и образованию жирового тела.
В подавляющем большинстве это паразиты личинок комаров; дру-
гие виды хозяев известны лишь по единичным случаям. Болезнь
проявляется чаще всего на личинках, живущих в заводях, кото-
рые ежегодно многократно пересыхают и вновь затопляются и
где температура воды относительно высока.
Спорангии по своему устройству приспособлены к таким усло-
виям, они открываются после относительно длительного периода
покоя и лишь после предварительного высушивания.
Подробные сведения о грибах данного семейства приведены в
работах Коуча [30] и Коуча и Доджа [31]. В настоящем обзоре
внимание уделено лишь нескольким, в большинстве тропическим,
видам этого семейства.
Coelomomyces stegomyiae Keilin [93] поражает личинок кома-
ров Aedes albopictus Skuse в тропиках Южной Азии. Тело зара-
297
женных личинок заполнено бесформенным сплетением ветвящегося
мицелия гриба. Мицелий поглощает питательные вещества не-
посредственно из гемолимфы, его нити не имеют плотной оболоч-
ки. При растирании тела пораженной личинки гифы в воде набу-
хают и растворяются, почему их почти невозможно обнаружить.
В связи с этим личинок, предназначенных для анатомических
вскрытий, следует предварительно фиксировать формалином.
Гриб поражает разные органы комара, пронизывая их мицелием
и образуя вокруг кишечника и непосредственно под гиподермой
беспорядочное сплетение гиф [97]. На концах нитей мицелия от-
деляются утолщенные отрезки, из которых образуются яйцевид-
ные спорангии размером 28—54X16- 19 мк (в среднем 41X
Х22 мк). Несозревшие спорангии имеют тонкую оболочку, у
созревших оболочка толстая, с мелкими углублениями на поверх-
ности, диаметром 1,5—3,3 мк. Оболочка зрелых спорангиев состоит
из двух слоев; тонкого, прозрачного внутреннего и толстого, жел-
товатого до бурого пигментированного внешнего. Вдоль спорангия
проходит шов, по которому он разрывается перед выходом в воду
большого количества зооспор, передвигающихся с помощью жгу-
тика. Зооспоры созревают и в тонкостенных спорангиях. Мус-
пратт [134] в лабораторных опытах вызывал выход зооспор из
спорангиев- таким способом: созревшие спорангии из мерт-
вых личинок выдерживают 3 дня в воде, затем подсушивают
на предметном стекле и хранят в течение 2—3 месяцев в термо-
стате при 28° С. После такой обработки спорангии, помещенные
в воду, открывались, и из них выходила масса спор. Аналогич-
ный результат был получен после 3-месячного хранения мертвых
личинок в воде при комнатной температуре с последующим их
подсушиванием и выдерживанием в термостате при 28° С в тече-
ние 3 педель.
Лейрд [105] получил воспроизводимые результаты, когда про-
ращивал сухие спороцисты при pH-6,6. На процесс подготовки
спороцист и открывания влияет ряд факторов в разной последо-
вательности, в связи с чем различными авторами получены не-
одинаковые результаты.
Зооспоры шарообразные, с длинным жгутиком, в большинстве
4—5 мк в диаметре. При движении они принимают яйцевидную
форму, удлиняясь до 6 мк. В одном спорангии содержится не-
сколько сотен зооспор.
Личинки комаров, пораженные грибом Coelomomyces, в боль-
шинстве не заканчивают развития и погибают. Снижение числен-
ности личинок, вызываемое грибом, в некоторых местах довольно
значительное. Муспратт [134] считает, что гибель личинок Anophe-
les gambiae Giles в период дождей составляла 95%'. Гриб Coe-
lomomyces stegomyiae проявляет себя как регулирующий фактор
более чем в 5%' всех мест выплода Aedes albopictus Scuse на
о. Сингапур [105]. Искусственное заражение в лабораторных
условиях удавалось лишь в ограниченных масштабах. В связи с
298
тем что на небольших островках, атоллах Индийского и Тихого
океанов эта болезнь комаров в большинстве отсутствует, был про-
изведен экспериментальный перенос гриба С. stegomyiae с о. Син-
гапура на атолл Токелау, в 300 милях к северу от о. Самоа [106].
Остатки мертвых личинок A. albopictus, пораженных грибом, бы-
ли смешаны с детритом и внесены в дупла стволов 761 дерева и
в другие места выплода личинок комаров Aedes polynesiensis
Marks, местного переносчика болезни человека — филариоза.
Проверка, проведенная на следующий год, показала, что па-
разитным грибом были заражены личинки 13,6%’ обработанных
мест выплода. Учитывая, что это был первый, ориентировочный
опыт, полученный результат следует признать удовлетворитель-
ным, тем более что встречаемость болезни на опытном атолле бы-
ла выше, чем на о. Сингапуре.
Болезни комаров, вызываемые грибами из рода Coelomomy-
ces, отмечены главным образом в Индии, Африке и на тропиче-
ских островах. Некоторые болезни известны из Китая, стран
Ближнего Востока и Северной Америки. В странах, где эти бо-
лезни не обнаружены, им уделялось мало внимания. По Европе
имеются данные из стран Средиземного моря. Шорин и Баранов
в 1929 г. обнаружили болезнь в личинках Anopheles maculipennis
в Югославии, Риу выявил новый вид гриба-возбудителя в Италии
и южной Франции. Заболевание было обнаружено также в Сред-
ней Азии.
В настоящее время известно более 21 вида грибов из рода Со-
elomomyces, выделенных из разных видов комаров.
Размеры спорангиев у разных видов грибов колеблются от
12—18X20—35 мк (С. africanus Walker) до 58X119 мк (С. psoro-
phorae Couch.). Спорангии в большинстве случаев имеют яйцевид-
ную форму, слегка приплюснуты с одной стороны. Явно сплю-
щенную форму имеют спорангии С. anophelesica Iyengar. Только
у нескольких видов, например у С. walkeri v. Triel и С. solomo-
nis Laird, спорангии не имеют ячеистую поверхность. Спорангии
видов С. psorophorae Couch, С. tasmaniensis Laird, С. stegomyiae
Keilin и C. keilini Couch et Dodge имеют слабоячеистую поверх-
ность. У видов С. lalivitlatus Couch et Dodge, C. dodgei Couch и
C. ascariformis Manalang по всей длине спорангиев проходит шов,
по которому они разрываются. Спорангии С. punctatus Couch et
Dodge имеют швы из двух близко расположенных полосок. По-
верхность спорангиев С. bisymmetricum Couch et Dodge покрыта
чередующимися широкими выпуклыми и узкими впалыми поло-
сами. У видов С. sculptosporosus Couch et Dodge, C. cribrosus
Couch et Dodge и C. africanus Walker, C. Indiana Iyengar и
C. anophelesica Iyengar спорангии характерны наличием резко
выраженных продольных, выступающих ребер, проходящих по
всей их длине или же перекрещивающихся друг с другом и обра-
зующих на поверхности сетку полей разной формы. Виды С. сагп-
sensis Laird, С. macleayae Laird, С. finlayae Laird, C. uranotaeniae
299
Couch отличаются от остальных тем, что их спорангии имеют сет-
чатую поверхность, состоящую из пятиугольных фигур или не-
правильной формы кругов, ограниченных выступающими борозд-
ками. Форма и расположение ячеек этой сетки являются видовы-
ми признаками.
Наконец виды С. quadrangulatus Couch и С. pentangulatus
Couch характерны тем, что их спорангии в поперечном разрезе
имеют первый — форму квадрата, а второй — пятиугольника.
Данные о видовой специализации, избирательности паразитом
хозяина пока очень ограниченные, однако па основе известных
фактов можно полагать, что определенные группы возбудителей
приурочены скорее к географическим местностям, чем связаны с
определенным хозяином.
Coelomomyces notonectae Bogoyavlenskii [18]. Этот вид может
служить примером паразитирования грибов данного рода не на
комарах, а на других насекомых. Вид был выделен из водяных
клопов-гладышей (Notonecta sp.), собранных в окрестностях Мо-
сквы, и описан как Zografia notonectae. Гриб образует в теле на-
секомых разветвленную грибницу мицелия без плотной оболочки
и с многочисленными ядрами. На концах гиф гриба в мае отделя-
ются цилиндрические, утолщенные образования, из которых раз-
виваются яйцевидные спорангии с толстой оболочкой, желто-буро-
го цвета. Болезнь проявляется помутнением содержимого тела
пораженных насекомых и сильным редуцированием их жирового те-
ла, оплетенного мицелием гриба. Точные размеры спорангиев это-
го вида автором не указаны,, а лишь приравниваются к споранги-
ям С. stegomyiae; таким образом, их размер должен быть при-
мерно 20X40 мк.
Поскольку водяные клопы-гладыши являются хищниками, спо-
рангии гриба проникают в их тело, по всей вероятности, при выса-
сывании клопами больных особей, без предварительного разруше-
ния спорангиев в воде. После опубликования первого описания
возбудителя эта болезнь нигде больше не была зарегистрирована.
Гриб Coelomomyces chironomi Basin [158] был обнаружен в
личинках дергуна мохнатоусого (Chironomtis plumosus L.) в
окрестностях Биловиц (Чехословакия). Болезнь имеет ряд интерес-
ных особенностей. Этот вид возбудителя является третьим из всех
описанных и единственным видом, выделенным из мотылей. На
этом «грибе были детально исследованы развитие гиф, процесс спо-
рообразования и уже в 1928 г. удалось добиться в лабораторных
условиях выхода зооспор из спорангиев; в западной литературе
сообщения об этом появились лишь в 1943 г. [124].
Наиболее рапней стадией развития гриба являются шарообраз-
ные или яйцевидные гифы зернистой структуры, размером 30—
40 мк, с тонкой пелликулой на поверхности. Болезнь проявлялась
в личинках мотыля 2—3-го возраста. Паразит развивается в по-
лости тела глубоко под кутикулой, между мышечных тканей и в
местах сочленения сегментов, чаще всего в задней части девятого
300
Рис. 23. Coelomomyces chironotni:
а, б—«самые молодые гифы; в — вырастающие длинные мицелиальные нити; е — мицелий
в теле хозяина: д—* начало образования почек; е — почки уже хорошо обособились;
ж — молодые спорангии, прикрепленные к остаткам гиф; 3 —* созревший спорангий; и — раз-
рез оболочки спорангия; к — зооспора с жгутиком. Масштабы: внизу для а — г, справа для
д — к [158].
сегмента тела под преанальными папиллами. Нередко в теле од-
ной личинки имеется несколько групп мицелия, что свидетельству-
ет о многократном заражении такой особи. Описанные образова-
ть гриба неподвижны, они плотно прижаты к органам насекомо-
го, чаще всего к мышцам, сравнительно быстро растут, и из них
выходят в свободное пространство несколько отростков. Отрост-
ки удлиняются в нити, которые, разветвляясь, прорастают между
органами тела в его полость. Нити мицелия толщиной 10—20 мк
разной длины протягиваются сквозь несколько сегментов тела ли-
чинки. На поперечных срезах они имеют округлую или овальную
форму. Содержимое нитей мицелия зернистое с мелкими вакуо-
лями.
Мицелий постепенно заполняет всю полость тела и изменения,
которые сопутствуют образованию спор, происходят одновременно
во всей грибнице. В этот период рост мицелия в длину прекра-
щается, образуются лишь короткие ответвления и на нитях мице-
лия повсюду появляются вздутия, которые развиваются в боро-
давчатые выросты. Постепенно в эти выросты переходит все плаз-
301
магическое содержимое нитей. Количество выростов зависит от
толщины нитей.
Таким образом, весь мицелий распадается на отрезки одинако-
вого размера, которые преобразуются в яйцевидные спорангии.
Поверхность спорангиев вначале гладкая, затем становится мор-
щинистой и наконец ячеистой, подобно вощине. Размер споранги-
ев постепенно уменьшается, их оболочки утолщаются и желтеют.
В тех случаях, когда первичные выросты развивались возле мате-
ринской гифы, спорангии несколько уплощены с одной из продоль-
ных сторон, и вдоль них проходят слегка извилистые бороздки.
Созревшие спорангии коричнево-бурого цвета, непросвечивающие,
яйцевидные, размером 25X40 мк. Они соединены остатками мате-
ринского мицелия в цепочки и остаются в таком виде несколько
дней. Затем они отделяются друг от друга н током гемолимфы
разносятся по телу личинки. Толщина внешней оболочки споран-
гия 0,4 мк, внутренней — 0,8 мк. Период развития мицелия от об-
разования шаровидной стадии гриба до его споруляции при
15—18° С продолжается 25—30 дней. Попытки искусственного за-
ражения этим паразитом оказались безуспешными [158].
Спорангии, поверхность которых покрыта углублениями пяти-
угольной формы, 3—5 мк в поперечнике, попадают из погибших
личинок в воду. Для того чтобы проследить дальнейшее развитие
спорангиев, остатки личинок, содержащие спорангиев, выморажи-
вали в кусочках льда, затем высушивали на морозе и в течение
2 месяцев сохраняли в висящей капле. Затем этот материал, по-
крытый ланолином, выдерживали в термостате при 25° С в тече-
ние 24 часов и переносили в обычную комнатную температуру.
На четвертый день было обнаружено несколько спорангиев с про-
дольным разрывом оболочки, внутри которых двигались, извива-
ясь, многочисленные споры, выходившие из спорангия и передви-
гавшиеся в окружающей его жидкости. Зооспоры — сферические,
пузырчатые тельца, с диаметром около 4 мк и жгутиком длиной
15—18 мк, заметно преломляющие свет; ядро расположено экс-
центрично, вблизи основания жгутика. При последующих опытах
повторно не удалось получить такой же результат. Мицелий гри-
ба, взятый из пораженных личинок, не растет в висящей капле
полостной жидкости личинки. В погибших личинках мицелий также
быстро гибнет и растворяется. Только полностью созревшие спо-
рангии сохраняют жизнеспособность после разложения тела хо-
зяина.
Рашин [158] обнаруживал эту болезнь в исследуемом им во-
доеме в течение нескольких лет подряд. Больные личинки имеют
оранжевую до красной окраску, и их тело в местах развития ми-
целия непрозрачно. С развитием болезни личинка утрачивает по-
движность, меньше плавает и не так активно зарывается в ил на
дне водоема. Личинка погибает лишь после образования в ней
спорангиев гриба.
Рашин установил, что в исследованной им местности в сентяб-
302
ре перед окукливанием этой болезнью было поражено 60%' личи-
нок комаров 3-го возраста и 77%—4-го возраста. Через месяц
оказалось всего 30%’ больных личинок старших возрастов, а в но-
вом поколении оказалось заражено 24% личинок. Большинство
личинок последнего возраста содержали только спорангии, а в ли-
чинках первых возрастов были только гифы гриба. Другие виды
насекомых, обитавшие в том же водоеме, не были заражены этим
грибом.
Недавно в Чехословакии был обнаружен новый вид паразит-
ного гриба — Coelomomyces psorophorae Couch [30] в личинках
комаров Aedes vexans Meig. в районе Блатна. Пораженные ли-
чинки имели несколько помутневшее, менее прозрачное, чем у
нормальных, тело, которое целиком было заполнено гифами, а
позднее спорангиями гриба. Спорангии яйцевидной формы, при-
плюснутые с одной стороны, с толстостенной оболочкой, но без
крупных, заметных бороздок на ее поверхности. На гладкой по-
верхности спорангия имеются лишь очень тонкие бородавочки ши-
риной 0,5—1 мк, расположенные правильными узкими рядами.
В отличие от гриба, обнаруженного Коном в США в личинках
Pserophora ciliata Fabr., Aedes vexans Meig., Theobaldia inornata
Will., размеры спорангиев которого 37—67X46—100 мк, штамм
гриба, распространенный в Чехословакии, имеет более крупные
спорангии, достигающие в длину 100—112 мк и в ширину 60 мк.
Спорангии чешского штамма этого гриба крупнее также споран-
гиев описанного Лейрдом вида С. tasmaniensis, выделенного из
Aedes australis Erichson и, помимо того, отличаются равномер-
ной зернистой поверхностью. Болезнь обнаруживалась у обита-
ющих в небольшом луговом водоеме личинок A. vexans летом
(июнь—август) [241].
MUCORALES
Мукоровые грибы являются случайными возбудителями болез-
ней насекомых. Заражение происходит в том случае, если хлами-
доспоры Mucor mucedo L. или М. hiemalis Weh. в избытке попа
дают в кишечник насекомого с пищей. Таким путем чаще всего
заражаются (и затем погибают) личинки пчел. Заболевания дру-
гих видов насекомых, вызываемые мукоровыми грибами, неизвест-
ны или исключительно редки.
ENTOMOPHTHORALES
Эти грибы в начале развития имеют ценоцитический мицелий,
позднее в нем образуются перегородки, и он быстро распадается
на гифальные тельца. Размножаются бесполым путем — конидия-
ми, которые образуются на концах палочковидных конидиеносцев
и, отделяясь, распространяются вокруг. Половое размножение за-
ключается в слиянии одинаковых по размеру гаметангиев у при-
303
митивных видов рода Conidiobolus и различных по величине гаме-
тангиев у других родов, в результате чего образуются зигоспоры
с толстой оболочкой. Иногда подобные по форме азигоспоры об-
разуются на отдельных нитях мицелия гриба. Семейство Entomo-
phthoraceae включает небольшое число видов, живущих сапро-
фитно или паразитирующих не на насекомых. Преобладающее
число видов грибов этого семейства — специализированные пара-
зиты насекомых.
Семейство Entomophthoraceae Nowakowski fl 44]
Главный признак, характеризующий грибы этого семейства,—
наличие у них быстро отделяющихся (отстреливаемых) конидий,
что способствует распространению гриба и заражению им новых
хозяев. Такие конидии способны образовывать вторичные кони-
дии. Помимо конидий, имеются толстостенные зигоспоры или ази-
госпоры, образующиеся на миогоядериых гифах и представляю-
щие собой покоящиеся стадии гриба, а также различной формы
псевдоцистиды, возникающие в сплетениях гифальных телец в те-
ле хозяина. У некоторых видов отсутствуют или сильно изменены
та или другая из этих стадий. Эти различия имеют значение при
определении родов данного семейства.
Морфология грибов семейства Entomophthoraceae. Основой
тела гриба являются гифы, которые вырастают из конидий и про-
никают в тело хозяина. После определенного периода роста гифа
делится на гифальные тельца, образуемые плазматическим телом
с большим числом ядер. У грибов некоторых родов число ядер в
гифальных тельцах постоянно, у других родов — непостоянно.
Иногда вырастают длинные, многоядерные гифы с перегородками,
прорастающие во все части тела хозяина. Гифальные тельца у не-
которых видов шарообразные. Тельца разносятся гемолимфой,
оседают и делятся в промежутках между тканями тела. Их плаз-
ма содержит много светопреломляющих гранул и жировых капе-
лек. В некоторых случаях гифальные тельца окружаются толстой
оболочкой и преобразуются в покоящиеся хламидоспоры, кото-
рые способны переживать неблагоприятный период и после этого
вновь расти и отделять гифальные тельца.
В развитии гиф в теле хозяина можно различать несколько
периодов, когда связи гриба с тканями хозяина изменяются. В пер-
вый короткий период происходит развитие первичных гиф в под-
кожном слое, затем гифальные тельца размножаются и происхо-
дит прорастание гиф на поверхность тела хозяина, которое покры-
вается сетью сплетений ризоидов и мицелиальных нитей.
Часто насекомое прикрепляется этими нитями к субстрату, на
котором оно находится. Иногда образуются толстые пучки псев-
доризоморф, подобных коремиям. На концах грибных нитей, там,
где они соприкасаются с субстратом (стена, растение и т. п.), об-
разуются присоски ризоидов — расширенные части нитей гриба,
304
Рис. 24. Развитие и морфология грибов сем. Entomophthoraceae:
□ — прорастающие конидии; б— гифа и гифальные тельца; в—д—образование азигоспоры
(покоящейся споры); е, ж— образование зигоспоры у Е. sepulchralis; з — покоящиеся спо-
ры Е. echinos per та; н —покоящиеся споры в сплетении гиф гриба Е. rhizospora; к — по-
коящиеся споры гриба из Sarcophaga aldrichi; л —покоящаяся спора, образующаяся при
глубинном культивировании гриба (с папиллой); ле — длинные гифы в теле хозяина;
н — конидиеносцы с образующимися конидиями; о — ризоид, диск гриба, прикрепляющий-
ся к субстрату; « — конец конидиеносца с конидией; р—отстреливание конидии; с—ко-
нидия прорастает и образует вторичную коиидию (т), которая отделяется от гифы (у).
Разные формы конидий: ф — Е. muscae с плоской папиллой у основания и с заост-
ренным дистальным концом; х — Е. apiculata с выдающейся заостренной папиллой
(апекс); {/ — конидии яйцевидные до веретеиовидиых; ч — конидии со слизистой оболоч-
кой у Z. sepulchralis; ш — серповидные и корневидные конидии у Z. rhizospora и 2.. gra-
citis.
20 Я. Вейзер
Рис. 25. Типичные формы
конидий грибов сем. En-
tomophthoraceae:
а—тип epapillata; б, е — тип
truncata lageniformis; г — trun-
cata campaniformis; д—з — тип
subpapillata; и—п — тип ра-
pillata; с—тип sporangiata;
р -тип turbinata; т — тип
apiculata [107].
которые плотно прикрепляются к субстрату и прикрепляют к нему
хозяина. У некоторых видов эти присоски неправильной ленто-
видной формы, у других звездообразной пли дисковидной, с паль-
цеобразными выростами. С образованием ризоидов прекращается
развитие мицелия. В этот же период на концах нитей могут появ-
ляться конидиеносцы (конидиофоры), одиночные или на разветв-
ленных отростках мицелия. Концы нитей расширяются в булаво-
видный отросток, отделенный от мицелия перегородкой. На концах
таких конидиеносцев образуется небольшое вздутие, которое раз-
растается в конидию шаровидной, грушевидной или черенковидной
формы.
По мере роста между конидией и конидиеносцем образуется
тонкая упругая мембрана, из которой развивается папилла. У гри-
бов некоторых групп эта мембрана двойная, но у всех видов она
служит местом, через которое жидкое содержимое из мицелия
проникает внутрь конидии. Здесь создается сильное осмотическое
давление, которое воздействует на шов, идущий по периметру па-
пиллы. На определенном этапе развития под влиянием изменяю-
щейся влажности воздуха шов разрывается и давлением на па-
пиллу конидия выбрасывается, как бы выстреливается. У грибов
некоторых групп, имеющих две мембраны между конидиеносцем
и конидией, конидиеносец после отделения конидии остается не-
поврежденным, у других, как, например, у Entomophthora muscae,
его конец отрывается и улетает вместе с конидией. У грибов ро-
да Basidiobolus вместе с конидией отделяется большая часть ко-
нидиеносца, и выпрыскивающаяся из пего плазма способствует
полету конидии.
Конидии имеют разную форму, что служит важным призна-
ком при определении родов и видов. Лакон [107] предложил сле-
дующую систему классификации типов конидий по их форме: epa-
pillata, truncata-lageniformis, truncata-campaniformis, apiculata.
subpapillata, papillata, turbinata, sporangiata, как показано на
рисунке 25. Поверхность гиф и конидий клейкая, благодаря чему
они хорошо прилипают и удерживаются на гладкой поверхности
тела хозяина, стекла или листа. Внутри конидий содержатся мел-
306
кие капельки жира, а в мелкозернистой массе плазмы располо-
жены ядра разной величины числом от одного до нескольких
десятков, которые хорошо окрашиваются красителями для ядер (ге-
матоксилином Гейденгейна). Для срочного приготовления препа-
ратов с целью определения вида гриба используют лактофенол
(20 г фенола, 20 мл молочной кислоты, 10 мл глицерина и 20 мл
дистиллированной воды) с 1%-ной метиленовой синей.
Эта жидкость одновременно окрашивает гифы и конидии и фик-
сирует препарат. У некоторых видов грибов в конидиях окраши-
ваются также и ядра. Ядра других видов эта жидкость не окра-
шивает, но они окрашиваются раствором лактофенола с 1%-пой
метиленовой синей и 1%' фуксина [9]. Лишь в тех случаях, когда
и этим способом не удается окрасить ядра в конидиях, для окрас-
ки применяют гематоксилин Гейденгейна или же галлоцианин по
методу Эйнарссона.
У некоторых видов этих грибов конидии заключены еще в
одну, дополнительную оболочку, которая удерживает водянистую
жидкость. Папилла конидий всегда покрыта только одной обо-
лочкой.
Конидии, попадая на твердый субстрат, прорастают, образуя
нити гиф, которые проникают в тело хозяина или же после крат-
ковременного роста образуют вторичные конидии, а в некоторых
случаях и третичные конидии. При этом плазматическое содержа-
ние переходит во вновь образовавшуюся конидию, форма которой
в большинстве случаев остается такой же, как и у первичной ко-
нидии. У примитивных видов, какими являются грибы рода
Conidiobolus, образуются микроконидии. В этом случае конидия
прорастает несколькими радиально расположенными гифами, па
концах которых сразу же образуются шарообразные микрокони-
дии во много раз мельче первичной конидии. Из этих микрокони-
.дий могут также вырастать гифы. Оба описанных вида конидий
имеют липкую поверхность.
Помимо этого, имеется еще третий тип — серповидные кони-
дии с нелипкой поверхностью — неадгезивные споры, которые об-
разуются на капиллярных гифах, вырастающих из конидий пре-
дыдущего типа. В этом случае из первичной нелипкой конидии
могут образоваться вторичные, а из них третичные конидии и т.д.
Гладкая, нелипкая поверхность таких конидий способствует тому,
что они легко отделяются и разносятся ветром (анемохорные ко-
нидии). Конидии, имеющие липкую поверхность (автохорные),
распространяются самостоятельно благодаря их отстреливанию
конидиеносца ми.
У грибов некоторых родов конидии, попавшие на тело хозяина
или в жидкую питательную среду, покрываются толстой оболоч-
кой и образуют тельца, подобные азигоспорам, обычно с остат-
ками папиллы, тоже с толстой оболочкой. Эти образования нельзя
считать гифальными тельцами, и можно было бы называть их ло-
рикоконидиями. На поверхности сплетений гиф в теле хозяина или
20*
307
между конидиеносцами образуются (особенно у высокоспециали-
зированных паразитов насекомых) веретеновидные или луковице-
образные клетки с острым отростком, называемые цистидами
(псевдоцпстидами). Их роль в развитии гриба пока неясна.
Покоящимися стадиями у грибов семейства Entomophthoraceae
являются азигоспоры и зигоспоры. Это яйцевидные и шаровидные
образования с толстой оболочкой, с большой жировой вакуолью
и зернистой плазмой, содержащие несколько или много ядер. Ази-
госпоры образуются на концах гифальпых нитей, которые не
утолщаются, как конидиеносцы. Их оболочку образует бесцвет-
ный или слабо окрашенный эндоспорпй (endosporium). Зигоспоры
образуются следующим образом. В местах соприкосновения двух
нитей мицелия гриба образуется перемычка, из которой выраста-
ет шаровидный спорангий, где образуется также шаровидная зи-
госпора с толстым эпдоспорием. Помимо эндоспорпя, зигоспоры
имеют также экзоспорий — остаток спорангия, который часто пиг-
ментирован. Обе эти стадии гриба называют также покоящими-
ся спорами. В этих стадиях развития гриб длительное время пе-
реживает неблагоприятные для него условия среды. Поверхность
экзоспория у разных видов грибов может быть морщинистой, зер-
нистой, покрытой шипиками или разветвленными выростами. По-
коящиеся споры у большинства видов образуются внутри тела
хозяина, но у некоторых видов грибов также и на его поверхност-
ных частях, что является переходом к образованию лорикоко-
нидий.
Развитие грибп в хозяине. В тело насекомого проникают гифы
гриба, вырастающие из конидий, пустые оболочки которых оста-
ются на поверхности. Проросшие в подкожные ткани насекомо-
го гифы разрастаются, делятся, и гифальные тельца проникают
во все части тела хозяина. После первого периода — разрастания
и деления гиф — начинается постепенное разрушение жирового
тела — липолиз, что необходимо для некоторых видов грибов на
определенном этапе их развития [178]. После липолиза идет про-
цесс разрушения тканей — протеолиз, который охватывает все или
часть тканей полости брюшка насекомого. Мышцы конечностей
поражаются грибом в последнюю очередь. К концу развития бо-
лезни от насекомого остаются лишь его хитиновый покров,- остат-
ки кишечника и зародышевые ткани яичников и яйца. Зародыши
с уже сформировавшимся хорионом не поражаются [9]. К концу
протеолиза гриб выходит па поверхность тела, образует конидие-
носцы и конидии, которые, отделяясь, разлетаются вокруг. Эта фа-
за развития очень непродолжительна, длится обычно несколько
часов, после чего наступает фаза образования покоящихся спор
внутри тела хозяина. Гибель насекомого происходит через разные
промежутки времени после его заражения. При болезнях, вызван-
ных примитивными видами грибов, зараженные насекомые поги-
бают быстро, вскоре после размножения гиф в гемолимфе. Гусе-
ницы, пораженные Zoophthora radicans, погибают, после того как
308
произошло растворение жирового тела, насекомые, зараженные
Entomophaga grylli, погибают и мумифицируются лишь после раз-
рушения всех тканей. Личинки Raphidia ophiopsis, зараженные
Entomophthora weberi, погибают, после того как в их мумифици-
рованном теле образуются покоящиеся споры гриба. Отделение и
разлет конидий происходят всегда лишь после мумификации тела
хозяина. У грибов двух родов — Massospora и Strongwellsea —
отделение конидий и высвобождение покоящихся спор наступа-
ют еще при жизни хозяина, поскольку болезнь не поражает жиз-
ненно важных органов насекомого. Мухи, зараженные грибами
рода Strongwellsea, вообще не погибают, а под действием пара-
зита становятся бесплодными.
В результате развития грибов в нагекомых происходят некото-
рые изменения в их поведении. Так, например, мухи, зараженные
грибом Entomophthora muscae, стремятся на возвышенные места,
что способствует распространению болезни в популяции, так как
сидящие на таких местах больные мухи привлекают других мух;
в скоплениях мух происходят попытки спаривания и создаются
условия, благоприятные для пере
на здоровых. Аналогичное явлен
Батко [7] у саранчи рода Calip-
tamus при ее эпизоотии, вызван-
ной Е. grylli в Саратовской обла-
сти. Больные саранчуки влезали
на верхушки растений не вечером,
как нормальные, а вскоре после
полудня и, закрепившись судо-
рожно сведенными ногами, оста-
вались там, пока не погибали.
Конечная фаза развития гриба
наступала к вечеру, когда и
остальные, здоровые саранчуки
скапливались в массе, на вер-
хушках растений, вокруг боль-
ных особей. В течение ночи на
зараженных саранчуках образу-
ются конидиеносцы, конидии со-
зревают и разлетаются, заражая
скопившихся вокруг здоровых на-
секомых.
Насекомых, зараженных гри-
бами из семейства Entomophtho-
raceae, легко обнаружить уже
после их гибели по круговой зоне
разлетевшихся конидий. Эта кру-
говая зона осевших конидий осо-
бо ярко выражена и хорошо за-
метна при заражении мух грибом
а конидий с больных особей
наблюдали Евлахова [88] и
Рис. 26. Формы некоторых стадий
энтомофторовых грибов.
/1 — шаровидные и удлиненные гифальные
тельца и псевдоцистнда между ними (Р);
Б покоящиеся споры (зигоспора, азнго-
спора, опушенная спора); В — конидии ir
образующиеся из них вторичные и тре-
тичные коннднн; Г — микроконндии, вы-
растающие одновременно из первичных,
вторичных и третичных конидий; Д — ие
прилипающие конидни - (неадгезивные
споры) и их вторичные и третичные ста-
дни [12].
309-
E. tnuscae, особенно когда пораженные особи погибают на окон-
ных стеклах. Конидиеносцы этого гриба, образующиеся на по-
верхности тела насекомых, чаще всего бывают бело-ледяного цве-
та. Такого же белого цвета конидиеносцы и у грибов Zoophthora
gracilis (Thaxter) Batko и Z. sepulchralis Batko. Гриб Zoophthora
aphidis (Hoffman) Batko имеет конидии желтого цвета. Коричне-
вые до фиолетового цвета конидии свойственны видам Conidiobo-
lus coronatus (Cost.) Batko, Entomophaga obscura (Hall et Dunn)
Batko и E. virulenta (Hall et Dunn) Batko. У грибов Zoophthora
bluncki (Lakon) Batko, Z. variabilis (Thaxter) Batko, Z. dipterige-
na (Thaxter) Batko, Z. radicans (Brefeld) Batko, Z. virescens Bat-
ko конидии зеленоватые.
Покоящиеся споры грибов этого семейства имеют темную
окраску. У видов Zoophthora calliphorae (Giard) Batko, Z. echino-
spora (Thaxter) Batko, Z. americana (Thaxter) Batko, Z. exitialis
(Hall et Dunn) Batko, Entomophaga papillata (Thaxter) Batko,
покоящиеся споры бурого цвета, у Tarichiutn cleoni (Wize) Lakon
они кирпично-красные, a у Tarichiutn tnegaspermutn Cohn — бле-
стящие черные.
О специализации грибов данного семейства, их приуроченно-
сти к определенным видам хозяев пока имеется очень мало дан-
ных. Ряд видов грибов был выделен из многих видов хозяев, но
в большинстве случаев при сходных условиях среды или при эпи-
зоотиях. Специализация грибов обычно связана со строго опре-
деленными условиями среды и развитием эпизоотий.
Созревшими, свежими спорами гриб Entomophthora tnuscae
(Cohn) Fres. был перенесен с Musca domestica L. на дрозофилу
и на Stomoxys calcitrans L. [13]. Как установили Батко и Кмито-
ва, перенос культивируемых штаммов этого гриба с Pollenia ги-
dis F. на Musca domestica или с М. domestica на Drosophila
melunogaster Lw. всегда связан с определенными трудностями. Бла-
годаря характерным морфологическим признакам оказалось воз-
можным установить, что Entomophthora muscae, помимо указан-
ных выше видов, поражает Lucilia sp., Sarcophaga sp. и разные
виды рода Anthomyidae и Syrphus sp. При развитии этого гриба
на разных видах хозяев наблюдаются различия в размерах его
конидий.
Наиболее часто заражение насекомых грибами данного семей-
ства происходит конидиями, прораставшими на поверхности тела
хозяина в течение нескольких часов. Если конидии попадают на
непригодный для их развития субстрат или на непоражаемого ими
хозяина, они пе прорастают в течение нескольких дней. В тех слу-
чаях, когда среда остается равномерно влажной, вторичные ко-
нидии сохраняют способность прорастать в течение недели. Про-
должительность периода отделения и рассеивания конидий зависит
от условий влажности и вида гриба. У Е. grylli все конидии отде-
ляются в течение одной ночи. У грибов, поразивших гусениц, тело
которых густо покрыто волосками и щетинками (Z. virescens),
310
конидии созревают и отделяются постепенно в течение нескольких
дней.
О том, как происходит заражение насекомых покоящимися
спорами, данные отсутствуют, несмотря на то что, например, бо-
лезнь, вызываемая грибом Tarichium gammae, ежегодно проявля-
ется на одном и том же месте, на том же хозяине и практически
в одно и то же время.
Новаковский проращивал покоящиеся споры в контролируе-
мых условиях из биоматериала хранившегося в течение зимы в
воде. Жийа (65] наблюдал прорастание покоящихся спор Z. radi-
cans через 16 дней, в то же время Сойеру [173] не удалось про-
растить азигоспоры того же гриба, несмотря на замораживание,
высушивание спор и воздействие на них химическими вещества-
ми. Швейцеру [178] удалось прорастить покоящиеся споры Е. mus-
сае лишь после воздействия на них бактериями, которые выде-
ляют хитиназу, разрушающую оболочку спор. Аналогично влияли
и свободные хитиназы, содержащиеся в культуральной жидкости.
В этих опытах не проводилось проверки жизнеспособности ис-
пользуемых спор, а некоторые приемы способствовали скорее тому,
чтобы убить споры, чем спровоцировать их рост. Холл и Хаф-
хилл [75] изучали процесс прорастания покоящихся спор в куль-
туре Entomophaga virulenta Hall et Dunn и, используя высушен-
ный материал, получали на агаре Сабуро от 2 до 5% проросших
спор. Предварительное замачивание спор в воде повысило число
проросших спор до 14,5%', а предварительное высушивание мате-
риала, наоборот, снижало процент проросших спор. Из спор, со-
державшихся в течение 96 часов при 66°С, прорастало 0,06%, а
после воздействия температуры 71° С в течение того же времени
жизнеспособность сохранилась только у 0,015% спор, но после
50-часового замачивания в воде проросло еще 0,09%' таких спор.
При 77° С жизнеспособными были лишь 0,005% спор, а темпе-
ратура 85° С в течение 96 часов убивала все споры. При выдер-
живании спор в автоклаве в течение 10 минут при 93° С все же
сохранялись живые споры и лишь при 120° С все споры погиба-
ли через 10 минут. Погружение спор в культуру бактерий, расще-
пляющих хитин, не давало замётных результатов. Оценивая ре-
зультаты этих опытов, следует учитывать, что род Entomophaga
включает некоторые виды, образующие в культурах и на насе-
комых лорикоконидии. Эти конидии имеют толстую оболочку, их
часто невозможно отличить от покоящихся спор другого происхож-
дения, и они могут иметь иные особенности прорастания. В нашем
материале Entomophaga (Lichia) destruens образование лорико-
конидий и прорастание покоящихся спор из культуры на яйцах
происходило за время от 1 дня до 3 месяцев. На влажных стенах
подвалов покоящиеся споры сохраняли способность к прораста-
нию практически целый год.
С устойчивостью и активацией различных стадий гриба связа-
на и определенная цикличность его развития и частота встречае-
311
мости болезней, вызываемых грибами семейства Entomophthora-
сеае. Общеизвестно, что в природе болезни начинают заметнее
проявляться во второй половине лета, особенно в сентябре—ок-
тябре, когда в многочисленных популяциях мух часто встречается
Е. tnuscae.
Болезни тлей особенно широко распространяются в августе
и сентябре. Заболевание Operophthera brumata L., вызываемое
грибом Zoophthora virescens, проявляется лишь к концу разви-
тия гусениц. Гусеницы совки-гаммы и озимой совки заража-
ются в течение одной недели после 15 августа. Совершенно оче-
видно, что массовое развитие болезней связано с массовым раз-
множением их хозяев и с частыми контактами, которые происходят
между особями в одном биотопе. Наряду с массовым раз-
множением насекомых-хозяев большое влияние на интенсивность
развития болезней оказывает также количество инфекций в био-
топе и ослабление особей популяции с возрастом и влиянием кли-
матических факторов. Эти особенности открывают перспективы
для целенаправленного применения разных видов грибов из се-
мейства Entomophthoraceae против вредных насекомых. Сущест-
венной предпосылкой каждого такого проекта, конечно, будет ме-
тодика заражения и культивирования грибов этого семейства на
искусственных питательных средах.
Методика заражения. В тех случаях, когда не применяется раз-
ведение триба на твердых питательных средах, можно успешно
сохранять материал для заражения путем переноса с хозяина на
хозяина.
Бейрд [3] в течение многих месяцев поддерживал культуру
гриба Е. tnuscae, взятую из колоний Sewasia aculeata Aid. на
Kellymyia kellyi (Aid.). Батко [8- 11] сохранял этот же грнб более
3 лет путем систематического пассирования его на Musca dome-
stica. Мух он разводил обычным способом, а для заражения пе-
реносил их в чашки Петри и закрывал газовой сеткой. Над чаш-
кой помещалась муха из предшествующей генерации, на которой
уже образовались конидиеносцы. Отстреливаемые с конидиенос-
цев конидии через ячейки газовой сетки попадали на мух в чашки
Петри и заражали их. Одной зараженной мухой можно заразить
мух в нескольких сменяемых чашках. Из чашек мух переносили
в изоляторы или коробки, где они, получая воду и смесь сухого
молока с сахаром, живут 2—3 недели.
В дальнейшем возбудителя можно снова перенести на новых
отродившихся особей. Подобным образом можно разводить и воз-
будителей других болезней, однако необходимой предпосылкой
является наличие метода лабораторного разведения насекомого-
хозяина. Заражение размноженных в лаборатории насекомых
культурой гриба производят всегда так, чтобы восприимчивые к
болезни особи, находящиеся под газовой сеткой, подвергались
«обстрелу» конидиями, отделяющимися от созревшей культуры
выращенного на соответствующей среде гриба.
312
Культивирование грибов семейства Entomophthoraceae. Выде-
ление и культивирование грибов этого семейства всегда связа-
ны с большими трудностями. Длительное время все попытки ис-
следователей в этом направлении оказывались безуспешными.
Лишь Спиру [186] впервые удалось добиться роста Е. pseudococci
Speare на агаровых средах, на картофеле, картофельном или ов-
сяном агаре и моркови. В последующем Мойяр [129], помимо это-
го, использовал стерильную говяжью печень для культивирования
Е. henrici Molliard. Сойер [172] культивировал три разных штам-
ма гриба на ряде других субстратов, причем лучшим из них ока-
залось автоклавированное мясо меч-рыбы. Обзор методов куль-
тивирования грибов этого семейства приведен в работе Мюллер-
Кёглера [139]. В настоящее время известны следующие виды гри-
бов этого семейства, культивируемые на средах:
Conidiobolus coronatus
Entomophthora muscae
E. (Entomophaga) grylli
E. (Entomophaga) thaxteriana
E. (Entomophaga) aulicae
E. (Entomophaga) tipulae
E. (Lichia) virulenta
E. (Lichia) apiculata
E. (Lichia) destruens
E. (Lichia) obscura
Zoophthora radicans
Z. (Pandora) exitialis
Z. (Pandora) aphidis**
Entomophthora americana
E. pseudococci Speare *
E. delphacis Hori *
E. henrici Molliard *
Thaxter *
* Виды пока не проверенные.
* * Холл работал с Pandora ferruginea Phillips.
Заражение некоторыми культивируемыми видами в настоя-
щее время еще недостаточно проверено.
Для культивирования грибов этого семейства используются
как искусственные питательные среды, так и сложные природные
субстраты. К числу последних относятся стерилизованные в ав-
токлаве продукты, используемые в виде кусочков или фарша:
морковь, редька, картофель, свинина, говядина, телятина, рыба,
печень, селезенка. Кровь, свернувшаяся сыворотка, а также яич-
ный желток или молоко являются основными частями, добавляе-
мыми в бактериологические среды. Среды из насекомых готови-
лись из растертых простерилизованных особей видов хозяев, по-
ражаемых данным возбудителем, обычно с 1,5—2,0%-ным агаром.
Для стерилизации животных тканей применяют преимущественно
автоклавирование или холодную стерилизацию этиленоксидом.
Этот газ при низких температурах сжижается, и его можно долго
сохранять в холодильнике. Жидкий этиленоксид выливают на
стерилизуемый материал в пробирке или чашке Петри, помеща-
емые в эксикатор, где химикат, испаряясь, переходит в газооб-
разное состояние и после полного испарения стерилизует мате-
риал, используемый в качестве питательного субстрата. Лучшая
среда для выделения и культивирования грибов этого семейства —
313
косой коагулированный яичный желток [139]. Среда готовится из
свежих яиц. Оба конца яйца промываются спиртом и слегка об-
жигаются на пламени горелки. Скальпелем на концах яйца про-
делывают отверстия размером около 1 см2, через которые осто-
рожно удаляют весь белок яйца, после чего желток выдувают в
стерильную склянку. Желтки тщательно размешивают, гомогени-
зируют и стерильной пипеткой разливают в предварительно про-
стерилизованные пробирки. Для приготовления 10 пробирок со
средой расходуют 3 яйца.
Коагулирование желтка производят в термостате при 80° С в
течение 40—50 минут, в зависимости от скорости загустения желт-
ка. Эту основу среды можно разводить молоком в отношении 1 : 1
или 2%-ным агаром также в отношении 1:1, при этом агар до-
бавляют охлажденным до минимальной температуры, еще не вы-
зывающей его затвердения.
Из бактериологических сред используют агар Сабуро (1%
неопептона Дифко, 4% декстрозы и 1,5%' агара) или микологи-
ческий агар (1% Сойтон-Дифко, 1% декстрозы, 1,5%' агара). Пи-
тательные среды, пригодные для культивирования грибов Deute-
romycetes, непригодны для грибов семейства Entomophthoraceae.
Для выделения грибов используют обычно желтковые среды, с
которых затем для изоляции чистой культуры переносят возбу-
дителя на агар Сабуро или другую питательную среду.
Выделение чистой культуры производят разными способами.
Платиновой иглой можно собрать со слоя конидиеносцев на теле
насекомого свежие конидии. Для этого следует охлажденной в пи-
тательной среде иглой зацепить частичку агара, к которому при
соприкосновении хорошо прилипают конидии гриба. Иногда мож-
но для сбора конидий разложить пораженных насекомых на по-
кровные стекла в чашках Петри с увлажненной фильтровальной
бумагой. При отстреле и разлете конидий они осядут на покров-
ных стеклах. Затем насекомых удаляют со стекла, места их со-
прикосновения покрывают каплями парафина и стекло переносят
на микологический агар в чашке Петри стороной, на которой на-
ходятся конидии, вниз. При третьем способе пораженных насеко-
мых приклеивают головой к концу проволоки, которую укрепля-
ют над поверхностью питательной среды, куда и падают конидии.
Если конидии, отделяясь от конидиеносцев, летят и вверх, можно
получить чистую культуру, помещая перевернутые чашки Петри
или пробирки со средой над пораженным насекомым.
Рост культур из внесенного материала начинается уже на вто-
рой день. Вначале образуется мицелий из длинных нитей, который
все более и более разрастается и через 4—5 дней закрывает всю
поверхность питательной среды.
Грибы семейства Entomophthoraceae характеризуются смор-
щенными колониями мицелия со многими волнистыми изгибами,
где постепенно образуются конидиеносцы с конидиями. Рост куль-
тур на желтке у многих видов настолько интенсивен, что гифы
314
гриба прорастают всю толщу среды, образуя в ней мелкие пу-
стоты, которые заполняются конидиеносцами. Конидии, разлета-
ющиеся с конидиеносцев, образовавшихся на косой поверхности
питательной среды, оседают на противоположной стенке пробир-
ки, создавая здесь бумажно-белый слой. Па среде Сабуро этот
слой конидий значительно тоньше, в виде тонкой беловатой плен-
ки. Питательная среда в месте первичной инокуляции сморщива-
ется, и образуется небольшое углубление. Культуры гриба Е. (Li-
chia) destruens па некоторых средах Сабуро и на микологическом
агаре вырастают в виде вертикальных, коремиообразных скопле-
ний гиф.
Рост грибов на искусственных питательных средах зависит
от многих факторов. Как видно из таблицы, для развития этих
грибов хорошо пригодны глюкоза, глицерин и галактозы, тогда как
другие сахара, например сахароза, дульцит, лактоза, мальтоза,
непригодны для культивирования Е. (Lichia) destruens, Conidio-
bolus coronatus и других видов, так как в культурах происходит
только развитие мицелия, а конидии и покоящиеся споры не об-
разуются. Изменение содержания глюкозы в твердых средах (от
0,5 до 4%) оказывало незначительное влияние на развитие гри-
ба, и лишь повышение концентрации глюкозы сверх 8% тормози-
ло рост культуры. Нитрат аммония как источник азота оказался
непригодным, нитрат калия обеспечивал лишь слабый рост. Оп-
тимальный для роста начальный рН = 7, при рН<6 рост гриба су-
щественно замедлялся, а рН>8 препятствует образованию спор.
Содержание в среде пептона (1%) без ущерба можно заменить
2% кукурузного экстракта или 2%’ соевой муки. Пептон SPOFA
в наших опытах весьма успешно заменял неопептон Дифко.
В жидкой среде Сабуро из комочка лорикоконидий через-
48 часов вырастают длинные гифы гриба. Часть их отделяется и осе-
дает на дно, образуя скопления радиально расходящихся гиф, ос-
тальные образуют на поверхности среды пленку с плодоношения-
ми. Через 7 дней после инокуляции (при 22° С) на стенках про-
бирки появлялись первые конидии. Затем пленка отделяется от
стенок пробирки и опускается на дно, а на ее месте вырастает но-
вая пленка из гиф. Покоящиеся споры образуются через 10 дней.
В жидких средах на качалке первичный мицелий в течение
24 часов дробится на короткие гифальные тельца, которые в даль-
нейшем начинают делиться. Дроблению и оседанию обломков гиф
способствует вспенивание среды. Через 4 дня появляются покоя-
щиеся споры, количество которых через 7 дней (при 25° С) до-
стигает максимума. Эти споры, как и лорикоконидии, образуются
на концах коротких гифальных телец. Культуры в жидкой среде
имеют тенденцию образовывать на стенках сосудов колонии, в
которых происходит интенсивное спорообразование. Разведение
жидкой среды Сабуро водой приводит к снижению выхода био-
продукции и уменьшению нароста колоний на стенках. При пере-
счете на содержание питательных веществ выход биопродукции
315
остается неизменным до 5-кратного разведения исходной среды,
однако 10-кратное разведение вдвое снижает выход на единицу
питательных веществ.
Влияние температуры на развитие грибов этого семейства на
искусственных средах проявляется в ускорении их роста при по-
вышенных и снижении скорости роста при пониженных темпера-
турах.
Температурный оптимум для разных видов колеблется от 20
до 28° С. Рост грибов происходит уже при 4° С. Верхний темпе-
ратурный порог выше 38° С. Опытами Холла и Белла [71, 72]
установлено, что каждому виду гриба свойствен свой температур-
ный оптимум. Так, Е. ignobilis имеет видимый рост уже при 1°С
и прекращает рост при 27° С, в то же время Z. exitialis не растет
при 6° С, по зато продолжает расти при 30° С. 11екоторые виды
этих грибов обладают широкой пластичностью в отношении тем-
пературы. Так, Е. virulenta и С. coronatus. растут в пределах от
5 до 33° С.
Данных по устойчивости этих грибов к действию химических
веществ нет. Из некоторых работ о действии антибиотиков на гри-
бы этого семейства следует, что они устойчивы к пенициллину и
стрептомицину.
Таксономия семейства Entomophthoraceae. Систематика гри-
бов этой группы вызывала много споров. В итоге этой дискуссии
было установлено, что первоначальное родовое название Empusa
Cohn [27] является nomen praeocupatum. Род Entomophthora, опи-
санный Фрезениусом в 1856 г. [57], также не может быть признан
в качестве основы, так как это название было принято для двух
разных родов — Entomophthora Fres. и Entomophthora Nowak.,
как это было позднее установлено [9]. Наиболее подробной мо-
нографией этой группы грибов является работа Текстера, опубли-
кованная в 1888 г., в которой приведены очень детальные сведения
об известных в то время видах и их морфологических при-
знаках. Ревизию систематики семейства пытался провести Нова-
ковский [144], который, помимо рода Empusa, выделил роды La-
mia и Entomophthora. Лакон [107] выделил род Tarichium.
Несмотря на это, оставалось несомненным, что существовав-
шая классификация грибов этой группы не соответствовала есте-
ственной системе. Батко [9, 11] для различия родов внутри семей-
ства Entomophthoraceae использовал не только комплекс ранее
применявшихся признаков, т. е. форму и строение конидий, поко-
ящихся спор, гифальных телец, цистид и ризоидов, но также и
другие признаки, как, например, число ядер в конидиях. Исполь-
зование таких дополнительных признаков позволило названному
автору разделить первоначальный род Empusa или Entomophtho-
ra на 8 хорошо различающихся между собой родов и 4 подрода.
Считая эту систему прогрессивным решением таксономии семей-
ства Entomophthoraceae, мы приняли ее в настоящей книге, хотя
имеются как новые, так и ранее описанные виды грибов, которые
316
не включены в данное семейство, так как но многим из них нет
сравнительного материала.
Энтомопатогеппые роды можно определять, пользуясь приво-
димой ниже определительной таблицей Батко [91. Приводимые в
таблице сокращения обозначают: ВМ — раствор метиленовой си-
ней в лактофеноле (1%-ный раствор красителя, если окрашивает
слишком интенсивно, разводится лактофенолом до концентрации
0,5%).
BMF — лактофенол с 1%-ной метиленовой синей и 1% фуксина
(также разбавляется лактофенолом до оптимального окрашива-
ния ядер •)
Таблица определения родов семейства Entomophthoraceae
1 (26) Гриб образует конидии.
2(17) Конидии заключены в одну оболочку. ВМ окрашивает
много ядер или ни одного ядра. Конидиеносцы чаще всего
неразветвленные, простые.
3(10) Конидии шарообразные, широкояйцевидные, грушевидные
или широкоовальные типов subpapillata и papillata. Все
содержимое конидии интенсивно окрашивается, но даже
при окраске ВМ ядра неразличимы. По Гейденгейну
окрашивается много мелких ядер (до 5 мк).
4(5) Азигоспоры или зигоспоры не образует, конидии преоб-
разуются в толстостенные, мохнатые покоящиеся споры.
Вторичные конидии такой же формы, как и первичные или
микроконидии . . . Conidiobolus (вид С. coronatus).
5(4) Гриб образует азигоспоры или зигоспоры.
6(7) Зигоспоры образуются внутри спорангия, их оболочка двух-
слойная. В процессе зигогамии копулируют гаметы разной
величины. Образует вторичные конидии, микроконидии и
анадгезивные споры. Ризоиды не образует.....................
...............................Conidiobolus Brefeld.
7(6) Зигоспоры и азигоспоры образуются вне спорангия. Спо-
рангии имеют однослойную оболочку. Вторичные конидии
по форме одинаковы с первичными. Микроконидий и анад-
гезивных спор не образует . . Entomophaga Batko.
8(9) Гриб в природных условиях на хозяине ризоиды не образу-
ет. Хозяин легко опадает с субстрата ... Entomophaga
(подрод Entomophaga Batko).
9(8) Гриб в природных условиях на хозяине образует ризоиды.
Хозяин прочно прикреплен к субстрату ... Entomophaga
(подрод Lichia Batko).
10(3) Конидии с небольшим числом ядер, хорошо окрашиваю-
щихся ВМ. Если конидии на поверхности хозяина, то они
типа truncata.
1 Западные авторы не согласны с системой, предложенной Батко, и настаи-
вают на признании одного родового названия Entomophthora. При принятии их
предложения отпадает необходимость детального подразделения и изучения раз-
личий в развитии отдельных видов.
317
11(12) Конидии двуядерные, типа subpapillata, образуются в по-
лостях тела насекомого. Гифальные тельца шаровидные,
двуядерные.................... . . Massospora Peck.
12(11) Конидии имеют больше двух ядер.
13(14) Конидии имеют четыре ядра, хорошо окрашивающихся
BMF, тип конидий truncata lageniformis; вторичные ко-
нидии по форме одинаковы с первичными или анадгезив-
ными спорами. Покоящимися спорами всегда являются зи-
госпоры, образовавшиеся экстраспорангиально, почкова-
нием от «мостиков» (мест соединения) при изозигогамии.
Созревшие всегда имеют два ядра, которые хорошо раз-
личимы после окрашивания BMF. Вегетативные сплетения,
образующие подстилку, состоят из четырехъядерных
гиф ..............Triplosporituti Batko.
14(13) Конидии имеют более двух ядер. Тин конидий truncata
campaniformis. Вторичные конидии грушевидные до шаро-
образных типа subpapillata. Покоящиеся споры образуют-
ся не почкованием от «мостиков». Гифы шаровидные или
нитевидные, содержат более четырех ядер.
15(16) Гриб образует на хозяине ризоиды ... Culicicola Batko
16(15) Гриб не образует на хозяине ризоиды, в свою жертву про-
никает через ее конечности или ротовое отверстие. Кони-
дии образуются на еще живом хозяине ... Entomophthora
Fresenius et aL.
17(2) Конидии всегда одноядерные, покрыты, кроме папиллы,
двойной оболочкой.
18(19) Гриб развивается в полостях внутри брюшка насекомых.
Конидии отделяются в полость тела. Гриб не вызывает ги-
бели хозяина. Ризоиды пе образует .. .Strongwellsea Batko
et Weiser.
19(18) Гриб образует конидии на поверхности тела хозяина, к ко-
торому прикреплен ризоидами . . . Zoophthora Batko.
20(21) Конидии всегда типа turbinata или papillata, удлиненные,
с короткой папиллой, плазма их гомогенна и стекловид-
ная, удлиненное ядро хорошо окрашивается ВМ. Ризоиды
нитевидные, на концах нерасширенные, сомкнуты в пучки
псевдоризоморф. Псевдоцистиды па толще копидиеносцев.
Ризоиды не утолщенные, на концах закругленные или за-
остренные. Вторичные конидии такой же формы, как и пер-
вичные или как анадгезивные споры ... Zoophthora subg.
Zoophthora Batko.
21 (20) Конидии или псевдоцистиды иного типа.
22(23) Псевдоцистиды расширенные, во много раз толще кони-
диеносцев, часто с характерными выступами, при плодо-
ношении гриба уже отмершие ... Zoophthora (подрод
Erynia Batko).
23(22) Псевдоцистиды тонкие или отсутствуют, конидии типа pa-
pillata, subpapillata, sporangiata или epapillata.
318
24(25) Конидии типа subpapillata, papillata или sporangiata
овальные, яйцевидные или грушевидные, плазма вакуоли-
рована, иногда возле папиллы лежит светопреломляющий
кристаллик. Ядро конидии хорошо окрашивается ВМ.
Иногда хорошо видна симметрия конидий. Ризоиды тол-
стые, часто разветвленные, пучков не образуют, на концах
дисковидно или звездообразно расширенные ... Zooph-
thora (подрод Pandora Batko).
25(24) Конидии типа epapillata, билатерально несимметричны, в
массе свежезеленого цвета. Конидиеносцы иногда развет-
вленные— Z,oophthora (подрод Furia Batko).
26(1) Конидии неизвестны. Имеются только гифы и азигоспоры
или зигоспоры с пигментированным внешним (episporum)
или внутренним (exosporum) слоем оболочки споры. Спо-
ры имеют скульптурную поверхность и округлое отверстие
(foramen), а также снабжены трубчатым выростом или со-
сочком ....................................Tarichium Cohn.
Обзор некоторых важных видов
и вызываемых ими болезней насекомых
Поскольку в данной книге невозможно дать исчерпывающее
описание видов грибов этого семейства, мы приводим данные, от-
носящиеся только к главным представителям некоторых групп.
Род Conidiobolus Brefeld
Грибы этого рода заметно отличаются от довольно специфич-
ных других родов данного семейства. Род Conidiobolus Bref. пред-
ставляет объединяющую примитивные формы, переходную груп-
пу грибов от сапрофитов, живущих на разлагающихся листьях
или пнях деревьев, до видов, которые в отдельных случаях пора-
жают насекомых. В связи с этой особенностью их легко можно
выделять посевом на искусственные питательные среды (агар Са-
буро). Вегетативная грибница, состоящая из малоразветвленных
гиф, прорастает тело насекомого, где происходит отчленение гиф
в местах перегородок в виде неодинаковых по размеру отрезков
с многими ядрами. Конидиеносцы простые, неразветвленные, на
них образуются шаровидные конидии с хорошо заметной папил-
лой. Конидии типа papillata или subpapillata, отстреливание и
разлет конидий происходят после разрыва шва, соединяющего ко-
нидию с конидиеносцем. Конидии прорастают на пригодном для
гриба субстрате и образуют гифы. Если субстрат непригоден для
развития гриба, на короткой ростковой нити образуются вторич-
ные конидии, в которые переходит вся плазма первичной конидии.
Вторичные конидии, так же как и первичные, вновь отстреливают-
ся, разбрасываются, и если опять попадают на непригодный суб-
страт, из них образуются третичные конидии. Иногда на кониди-
319
ях многократным почкованием одновременно образуется множество
микроконидий, которые разбрасываются вокруг. В третьем воз-
можном случае на тонких гифах, выросших из конидий, могут об-
разоваться анадгезивные конидии, которые распространяются с
потоками воздуха. Такими способами гриб за короткое время мо-
жет расселяться по всей площади питательного субстрата, а в при-
родных условиях инфекция переносится ветром на довольно боль-
шие расстояния из одной местности в другую. Зигоспоры у неко-
торых видов, например Conidiobolus coronatus, образуются в
результате соединения двух гамет разного размера. Из гаметы
большего размера образуется шарообразный спорангий, а меньшая
остается прикрепленной к одной из его сторон в виде выпуклости.
Лорикоконидии грибов этого рода интересны тем, что образуются
из конидий путем утолщения их оболочек, на которых образуется
также пушистый покров. Оболочки конидий содержат темный
пигмент, что придает колониям гриба в культуре черно-фиолето-
вый цвет.
Из трибов этого рода насекомых поражает С. coronatus (Cost.)
Batko, которого под названием Entomophthora coronata выделяли
из почвы, шерсти животных, гнойных ран лошадей, но также из
тлей и термитов. Зараженные грибом насекомые очень быстро по-
гибают, и их трупы остаются лежать свободно, т. е. не прикре-
плены к субстрату. Другой вид С. brefeldianus Couch в большин-
стве случаев сапрофит, но заражает также некоторых клещей,
как, например, Tyrophagus perniciosus, и ряд других видов семей-
ства Tyroglyphidae.
Род Entomophaga и Е. grylli (Fees.) Batko
У грибов рода Entomophaga Batko [9] мы встречаемся с
определенной адаптацией к паразитизму на насекомых. Эти грибы
обладают групповой специфичностью, вызывая в хозяевах неко-
торые реакции, способствующие переносу и распространению ин-
фекции. Ризоиды грибов прочно прикрепляют пораженных насе-
комых к субстрату, на котором они находились.
Зигоспоры заключены в однослойную оболочку, поэтому спо-
рангиев нет. В процессе развития болезни гриб разлагает в те-
ле хозяина все ткани и мицелий проникает даже во все конеч-
ности, оставляя непораженными только яйца в яичниках, которые
защищены от паразита главным образом хориопом. Очень эффек-
тивной формой сохранения гриба после гибели хозяина являются
лорикоконидии, образующиеся на поверхности тела насекомого и
способные прорастать, спустя длительное время.
Из рода Entomophaga Batko выделен подрод Lichia, обра-
зующий ризоиды, которые у грибов основного рода отсутствуют.
Entomophaga grylli (Fres.) Batko является наиболее важным в
практическом отношении видом из рода Entomophaga. Этот гриб
вызывает сильные эпизоотии многих видов прямокрылых насеко-
320
мых. Конидии гриба широкогрушевидные с хорошо выраженной
папиллой. Размер конидий 25—36X40 мк. Азигоспоры шарооб-
разные, 35—45 мк в диаметре. Гематоксилином Гейденгейна в
конидиях хорошо окрашиваются все многочисленные ядра. Гифы
гриба из места заражения проникают между органами в тело хо-
зяина, прорастают в ткани, и после определенного периода раз-
множения наступает растворение жирового тела хозяина, а позд-
нее и всех остальных его органов. Гифальные тельца короткие.
Вид является специфическим паразитом прямокрылых насекомых.
Подобные же заболевания гусениц вызываются другим видом —
Е. aulicae (Reichhard) Batko.
Пораженные грибом саранчуки влезают на верхушки стеблей
травы, держатся там головой кверху и утрачивают свою обычную
пугливость. Они не прыгают, как обычно, когда их пытаются взять
руками. Вначале саранчуки удерживаются на верхушках расте-
ний, зацепившись за них коготками, а затем судорожно скрещен-
ными ногами. Установлено [180], что гибель большинства больных
саранчуков наступает после полудня между 15—20 часами. Уже
через час после гибели хозяина на поверхности его тела появля-
ются конидиеносцы, прорастающие через межсегментную перепон-
ку. Конидии отстреливаются к вечеру и ночью. Здоровые особи
саранчи вечером также влезают на верхушки растений и, скап-
ливаясь там вокруг погибших саранчуков, остаются на всю ночь,
подвергаясь заражению разлетающимися от трупов конидиями
гриба. Мертвые саранчуки остаются на растениях довольно дли-
тельное время. Тело погибших саранчуков внутри почти пустое,
но содержит под хитиновым покровом сплошной слой покоящихся
спор. Бурый хитиновый покров погибших особей твердый, нехруп-
кий. Эта болезнь и в Чехословакии поражает много видов пря-
мокрылых. По литературным данным, гриб поражает следующие
виды: Pararcyptera microptera F. W., Caliptamus differentialis
Thom., C. italicus L., Celes variabilis Pall., Ceutophilus sp., Mirme-
leotcttix maculatus Thumb., Gryllus sp., Oedaleus decorus Germ.,
O. senegalensis Krauss, Stenobothrus nigromaculatus H. Scheffer,
S. lineatus L., Asiotmethis muricatus Pall. Розсыпал [162] обнару-
жил этого паразита на мертвоеде Aclypea undata Mill.
Entomophaga aulicae Batko — вид, систематическое положе-
ние которого не полностью выяснено. Он был описан в 1869 г.
Рейххардом. Затем Текстер объединил его с Е. grylli, однако
позднее Тубейф [220] нашел достаточно отличительных признаков,
по которым Е. aulicae отличается от Е. grylli, и предложил счи-
тать его самостоятельным видом. В числе основных различий
Тубейф указывал неветвящиеся конидиеносцы, способ образова-
ния покоящихся спор и специфичность для определенных хозя-
ев— гусениц бабочек. Пораженные гусеницы покрываются пара-
финово-маслянистым серым налетом конидиеносцев, на которых
образуются широкогрушевидные конидии шириной 20—27 мк и
длиной 27—38 мк. Покоящиеся споры, азигоспоры образуются
21 Я. Вейзер
321
внутри тела хозяина на концах или по бокам нитей мицелия. Эти
споры шаровидные, с несколькими жировыми вакуолями, 30—
45 мк в диаметре.
Эпизоотии, вызываемые грибом, наступают очень неожиданно
и на больших площадях. Бейл [2] зарегистрировал эпизоотию на
Panolis flammea Schiff, которая прекратила массовое размно-
жение вредителя на 22 000 га сосновых насаждений. Поражение
популяции этой болезнью было настолько сильным, что в итоге
двухдневных поисков на зараженной территории автору удалось
найти лишь одну живую гусеницу и 13 куколок вредителя. Анало-
гичный случай приводит Гарбовский [61] для Польши, где гриб
Е. aulicae уничтожил популяцию Р. flammea на 150 000 га сос-
новых лесов. Массовая эпизоотия протекала в июне и июле. Та-
кое быстрое проявление эпизоотий на обширных территориях де-
лает неправдоподобным предположение о том, что инфекция посте-
пенно распространялась из каких-то небольших очагов. Совершенно
очевидно, что на всей территории, охваченной эпизоотией, име-
лись покоящиеся споры, образовавшиеся в погибших гусеницах
предшествующих поколений, однако их гибель своевременно не
была замечена. Фактором, стимулировавшим развитие эпизоотии,
по-видимому, было резкое изменение погодных условий. Такую же
сильную эпизоотию этот же гриб вызвал в популяции златогузки
в Австрии [83]. В Чехословакии наблюдали широкую эпизоотию
пилильщика Apethymus braccatus Gmelin в южной Моравии, вы-
званную этим грибом [235]. Спир и Кули [191] использовали опи-
сываемый гриб для уничтожения гусениц златогузки. Возбудителя
они разводили на гусеницах, воспитанных в лаборатории, и рас-
пространяли инфекцию путем расселения в лесу искусственно за-
раженных гусениц. Наилучший результат был получен на выруб-
ках и в легко доступном для проникновения инфекции подросте.
В местах с большой влажностью смертность вредителя достигала
60—100%.
Близким к Е. aulicae является вид Е. thaxteriana (Petch) Bat-
ko, поражающий тлей. Конидии этого гриба 30—40 мк длины и
28—33 мк ширины; в центре папиллы имеется небольшой шип.
На личинках пилильщиков обнаружен гриб Е. tenthredinis
(Fees.) Batko с широкояйцевидными конидиями, с несколько су-
женной вершиной и с узкой базальной папиллой размером
35—55X25—35 мк.
Виды, признаки которых соответствуют описываемому роду,
но образуют на хозяине ризоиды, по классификации, предложен-
ной Батко [9], относятся к подроду Lichia.
Из их числа прежде всего следует указать Е. (Lichia) papilla-
ta (Thaxter) Batko, поражающего мелких двукрылых и предста-
вителей семейства Ceratopogonidae, но вместе с тем паразитиру-
ющего также на гусеницах бабочек. Гриб образует почти шаро-
образные конидии с языковидно выдающейся папиллой. На
папилле у некоторых конидий имеется небольшой тупой шип. Раз-
322
мер конидий 32—50X28—40 мк, обычно 38X32 мк, как это уста-
новил Розсыпал [162]. По данным Текстера [209], покоящиеся спо-
ры гриба шарообразные, диаметром 45—55 мк, в массе корич-
неватые. Розсыпал обнаружил эту болезнь при массовом размно-
жении зимней пяденицы {Qperophtera brumata L.). Погибшие от
болезни гусеницы падали с деревьев, под которыми образовыва-
лись заметные скопления серовато-белых трупов с матово-зерни-
стым слоем па поверхности тела, часто с войлокообразной гриб-
ницей из гиф гриба. Еще не высохшие гусеницы содержали вну-
три множество коротких фрагментов утолщенных нитей мицелия,
в период плодоношения уже вакуолированных. Во время следую-
щей эпизоотии весной 1964 г. в районе Жидлоховиц (Моравия)
вновь на зимней пяденице было проведено измерение конидий и
установлено, что их средняя длина 50 мк и ширина 42 мк. В ма-
териалах, исследованных Розсыпалом, а также Вейзером, покоя-
щиеся споры отсутствовали.
Гриб Entomophaga (Lichia) apiculata (Thaxter) Batko имеет
конидии размером 30x35 мк и шаровидные покоящиеся споры
диаметром 45—55 мк. Папилла конидий заканчивается коротким
шипом. Ризоиды неправильнодисковидной формы.
По данным Текстера [209], этот гриб известен как паразит Ну-
phantria textor Harr, в Америке. Другими авторами гриб обнару-
жен также на разных видах листоверток.
Гриб Entomophaga (Lichia) conglomerata (Sorokin) Batko из-
вестен как паразит комара Culex pipiens во Франции. Заражен-
ные грибом самки комаров садятся на краю водоема и начинают
откладывать яички, но очень быстро, через несколько часов, по-
гибают и обрастают грибницей. Гриб из насекомого прорастает
между сегментами наружу и образует белые кружочки на по-
верхности тела сидящего комара. Ризоиды не образует. Конидие-
носцы простые, конидии булавовидные, типа papillata, с большой
вакуолью посредине. Размер конидий 26—45X20—34 мк, в сред-
нем 34 X 28 мк. Вторичные конидии по форме такие же, как и пер-
вичные, но несколько мельче. Покоящиеся споры, азигоспоры ша-
ровидные. Брумпт [19], проводивший опыты по искусственному
заражению грибом, не получил положительных результатов.
Иная болезнь комара Culex pipiens, обычная для подвалов в
южной Моравии, вызывается грибом Е. (Lichia) destruens Weiser
et Batko. Болезнь поражает зимующих комаров во влажных ме-
стах и вызывает их массовую гибель [240]. Мертвые особи появ-
ляются в ноябре, и гибель комаров происходит в течение всей
зимы до марта. Комары, сидящие на стенах своих зимних укры-
тий и не погибшие от низких температур, прорастают грибницей,
которая прикрепляет их к субстрату тонкими ризоидами, концы
которых состоят из нескольких извилистых нитей. На покрытом
грибницей теле комаров образуются конидии типа papillata или
apiculata со слабо выраженным шипом на папилле. Размер кони-
дий 30—43X28—40 мк. Конидии содержат большое количество
21
323
жировых капелек. Конидиеносцы неразветвленные, слегка утол-
щенные. В процессе дальнейшего развития гриба из поверхност-
ных конидий образуются лорикоконидии с толстой оболочкой, в
которых иногда сохраняется остаток папиллы. Лорикоконидии вы-
полняют роль покоящихся спор, форма их шаровидная, 30—35 мк
в диаметре. В созревших покоящихся спорах мелкие жировые ка-
пельки сливаются в одну большую вакуоль. Покоящиеся споры
образуют на поверхности тела хозяина скопления неправильной
формы, которые под микроскопом выглядят перламутрово-блестя-
щими. Внутренняя часть тела пораженных комаров остается пустой.
Лорикоконидии обладают способностью прорастать там, где нор-
мальные конидии не растут, и их можно выделить в культуру на
желточную питательную среду.
Инфекция сохраняется в течение всего года в зараженных под-
валах при относительной влажности воздуха 82%’ и температуре
4° С, и комары, прилетающие сюда в следующий сезон, заража-
ются грибом. Некоторые очаги этой болезни изучаются в ЧССР
уже 3—4 сезона, инфекция в них сохраняется благодаря постоян-
ным залетам новых, восприимчивых к болезни комаров. Другие
виды насекомых, которые зимуют в тех же помещениях, например
Theobaldia annulata Schrank и разные виды мух, никогда не за-
ражались этим грибом.
Род Culicicola Nieuwland
Различия основного представителя этого рода от остальных
видов были замечены еще Новаковским [144], который предложил
отнести его к новому роду Lamia. В дальнейшем, однако, оказа-
лось, что это название уже использовано в систематике грибов,
и Ньеуленд в 1916 г. предложил родовое название Culicicola. Род
характерен для семейства Entomophthoraceae. Грибы этого рода
имеют простые конидиеносцы, лишь в исключительных случаях
слабо разветвленные у основания. Конидии с небольшим количе-
ством ядер относятся к группе, хорошо окрашивающихся метиле-
новой синей. Ядра овальной формы и хорошо отличимы от плаз-
мы. Форма конидий типа truncata с прямо обрубленной папиллой.
Тело насекомых, пораженных этим грибом, прочно прикрепляется
ризоидами к субстрату.
Гриб Culicicola culicis (Braun) Nieuwland на пораженных ко-
марах и комарах-дергунах образует слегка колоколовидные кони-
дии типа truncata campaniformis, размером 10—16x5—15 мк, ко-
торые в стадии полной зрелости содержат небольшое число ядер,
иногда только одно ядро. Новаковский наблюдал у этого вида
образование на поверхности тела хозяина из конидий покоящихся
спор (лорикоконидий), чем он напоминает гриб Е. destruens, но
отличается от него по размеру и окрашиваемости конидий.
Другой вид этого рода — Culicicola chromaphidis (Burg et Swai-
ne) Batko — был обнаружен на различных тлях, лреимуществен-
324
но на Chromaphis juglandicola Kalt., повреждающей орехи. Вы-
зывает эпизоотии чаще всего во влажных местностях, а в очагах
массового размножения паразит переходит на некоторых других
хозяев. В частности, наблюдался на термитах.
Род Triplosporium (Thaxter) Batko
Характерен четырехъядерными конидиями, которые хороню ок-
рашиваются смесью метиленовой синей и фуксина. В процессе
развития образует анадгезивные споры, разносимые ветром, и зи-
госпоры в местах соединения гиф при изозигогамии. Число ядер
для различных стадий развития всегда очень постоянно. Конидии
и мицелий содержат по 4, а зигоспоры по 2 ядра.
Вид Triplosporium fresenii (Nowakowski) Batko — повсемест-
но распространенный паразит тлей. Пораженные насекомые не
прикрепляются грибом к субстрату. Сильных эпизоотий этот вид
не вызывает. Часто проявляется совместно с Zoophthora aphidis
Hoffm. Конидии типа truncata-lageniformis размером 18—20X
Х15—18 мк, покоящиеся споры эллиптические, размером
30X19 мк. Пораженные болезнью тли остаются на растении при-
крепленными к нему концом хоботка.
На тлях паразитирует и другой, американский вид гриба Tri-
plosporium lageniformis (Thaxter) Batko с более крупными кони-
диями— 30x20 мк.
Очень интересен вид Т. fumosum (Speare) Batko, которого
Спир [190] изучал на мучнистом червеце Pseudococcus citri Risso.
По данным этого автора, болезнь является причиной снижения чис-
ленности вредителя в Калифорнии и во Флориде. Особенно благо-
приятны для развития болезни влажные условия Флориды. Кони-
дии Т. fumosum веретеновидные, размером 9X18 мк, покоящиеся
споры темные до черных. У пораженных особей кожный покров
разрывается, и из ранки выступает жидкость, содержащая гифы.
Позднее червецы погибают, и содержимое их тела превращается в
мокрую массу разросшегося мицелия. На поверхности тела неко-
торых червецов вырастает серый мицелий с конидиями, в иных слу-
чаях тело червецов чернеет от образовавшихся внутри черных по-
коящихся спор. Степень поражения червецов обычно около 18%',
но в благоприятный для гриба период заражение охватывало
64% особей. О наличии этой болезни на других видах червецов и
ее распространении в других областях данных нет.
Род Entomophthora Fresenius
Распространенный по всему миру гриб Entomophthora muscae
(Cohn) Fres. является первым из описанных представителей этого
семейства. Он характерен своими конидиями, которые отличаются
от остальных хорошо выраженной колоколовидной формой и име-
ют на вершине заостренный отросток. Базальная папилла слегка
325
выпуклая. Размер конидий 18—25X20—30 мк. Внутри конидий в
зернистой плазме имеется обычно одна большая жировая вакуоль,
а поверхность покрыта слоем липкой жидкости, которая после
опадения конидии растекается вокруг споры. Азигоспоры шаровид-
ные, 35—50 мк в диаметре. Конидиеносцы прорастают через меж-
сегментные хитиновые перепонки и образуют на брюшке насеко-
мых желтоватые полоски («воротнички») из конидий. Разбрасы-
ваемые с конидиеносцев конидии опадают в радиусе 1,5—2 см от
пораженного насекомого. Болезнь известна для многих видов мух,
но только для взрослых насекомых. Чаще всего поражает Musca
domestica L., Lucilia caesar L., L. sericata Meig., Calliphora vomi-
toria L., Pollenia rudis Fabr., Drosophila melanogaster L., на ко-
торых гриб отмечен и в Чехословакии. Болезнь проявляется обыч-
но во второй половине лета и осенью. Зараженные мухи прони-
кают в жилые дома и комнаты и садятся на степы и стекла окон,
обычно довольно высоко. Больные мухи менее подвижны, нежели
здоровые особи. В дальнейшем пораженные мухи приклеиваются
кончиком хоботка секреторным выделением к субстрату и поги-
бают. Конидиеносцы появляются очень быстро, уже через 2—24
часа после гибели насекомого происходит разбрасывание конидий.
Культивирование Е. muscae на искусственных питательных
средах очень затруднительно, целесообразнее поддерживать куль-
туру гриба на разводимых в лаборатории мухах.
Бейрд [3] обнаружил Е. muscae в Sewasia aculeata Aid. при ее
искусственном разведении в лаборатории, откуда инфекция пере-
шла на Kelly ту ia kellyi Aid., заразив всех особей колонии. Насе-
комых, зараженных грибом, разводили при температуре 24° С и
50%-ной относительной влажности воздуха. Перенос разводимых
насекомых в другое помещение позволил ликвидировать заболе-
вание. В течение нескольких поколений удавалось передавать ин-
фекцию из поколения в поколение подсадкой больных мух в сад-
ки со здоровыми. Одновременно было установлено, что от болезни
погибали не престарелые мухи, а особи 10-дневного возраста. Ги-
бель насекомых происходила через 5—6 дней после подсадки
больных мух. Мухи 18-дневного возраста и только что отродивши-
еся были менее восприимчивы к болезни. Аналогичные данные бы-
ли получены Батко [12].
Швейцер [178] установил возможность культивирования Е. mus-
cae на искусственной питательной среде, состоящей из желатина,
стерилизованного газом, бычьей крови, водной вытяжки из мяса,
d-глюкозамина и говяжьего жира. Было установлено, что без жи-
ров гриб растет лишь до определенной стадии, для его дальней-
шего нормального развития необходим d-глюкозамин, как один из
продуктов неденатурированных белков и активных ферментов.
Затем грибу необходимы жиры. Такое развитие гриба на искусст-
венной питательной среде соответствует его развитию в теле хо-
зяина, где происходит разрушение хитина в месте прорастания
гриба, разжижение жирового тела и некоторых мышечных тканей.
326
Общее заражение всех тканей бывает лишь в начальной стадии,
позднее развитие гриба в грудной части насекомого прекращает-
ся, а гифы разрастаются в брюшке.
На Scatophaga (Scopeoma) ster cor aria L. паразитирует гриб
E. scatophagae Giard, имеющий окрашенные покоящиеся споры,
желтоватого цвета конидии и не заражающий комнатную и пло-
довую мух.
На Raphidia ophiopsis паразитирует Е. weberi (Lakon) Batko.
Образование спор у этого вида происходит в то время, когда хо-
зяин еще жив и подвижен. Гриб не проникает в грудную часть
тела хозяина, что объясняется образованием в стебельке, соеди-
няющем грудные сегменты с брюшком, пробочки, препятствующей
распространению инфекции. Поэтому, когда мышцы брюшных сег-
ментов уже разрушены паразитом, мощные мышцы грудных ко-
нечностей бывают лишь слегка повреждены.
Род Zoophthora Batko
Грибы этого рода образуют наиболее многочисленную группу,
состоящую более чем из 30 видов, поражающих самые различные
виды насекомых. Наиболее надежным отличительным признаком
грибов этого рода являются одноядерные конидии, имеющие две
оболочки. Конидиеносцы ветвящиеся. Типичным видом является
Z. radicans Brefeld, к которому Текстер относит и Entomophthora
sphaerosperma Fresenius. Этот давно известный вид, до его разде-
ления на ряд видов известен из нескольких очень подробных эпи-
зоотологических исследований. Конидии этого гриба удлиненные,
эллиптические до конусовидных, с сосковидным основанием раз-
мером 15—26x5—8 мк. Пораженные насекомые прикреплены к
субстрату ризоидами. Разветвленные конидиеносцы образуют бе-
лый до зеленоватого налет на поверхности тела насекомого. Ред-
кие цистиды — тонкие, заостренные. Азигоспоры шаровидные, диа-
метром 20—35 мк. Мицелий проникает во все части тела хозяина
и прорастает наружу из всех сегментов и из головы.
Улльетт и Шопкен [224] наблюдали, что признаки заболевания
на зараженных гусеницах капустной моли проявляются поздно,
когда они начинают желтеть и беспокойно ползать по растению.
Эпизоотия возникает после дождей. Инфекция проникает в насе-
комое, по-видимому, через анальное отверстие или анальный сег-
мент, откуда гифы расселяются по всему телу. В природных ус-
ловиях болезнь отрицательно влияла на массовое размножение
вредителя. Дастан [39] использовал этот гриб против яблонной ли-
стоблошки (Psylla rnali Schmid.) Листья с пораженными особя-
ми он прикреплял булавками в кроне дерева в период обильных
дождей, чем достигал заметного снижения численности вреди-
телей.
Помимо типичного вида, к данному роду относится Z. phytono-
mi (Arthur) Batko, поражающий Phytonomus punctatus Fabr., a
327
также Р. nigrirostris Fabr. Z. ocidentalis (Thaxter) Batko и Z. geo-
metralis (Thaxter) Batko. На уховертках паразитирует вид Z. for-
ficulae (Giard) Batko.
Гриб Zoophthora vomitoriae (Rozsypal) Batko — возбудитель
массовых заболеваний мясных мух. Розсыпал [161] обнаружил
этот гриб на Calliphora vomitoria L. Тела пораженных мух были
прикреплены к листьям ризоидами с неправильнодисковидными
расширениями на концах. Между сегментами прорастают конидие-
носцы гриба и покрывают поверхность сегментов брюшка и гру-
ди и голову мухи. Конидии удлиненноовальной формы, типа 1а-
geniformis, широким основанием сидят на расширенном конце ко-
нидиеносца. Размеры конидий 20—36X12—18 мк, в среднем
30X14 мк. Покоящиеся споры образовались только в 4—5% по-
раженных особей, преимущественно в тех случаях, когда не был
закончен процесс образования конидий. Из некоторой части кони-
дий образовались лорикоконидии (хламидоспоры). Полностью
развившаяся плодоносящая грибница имеет ржавый цвет.
Помимо типичных представителей, в род Zoophthora входят
иные виды, отличающиеся расположением конидий или псевдоци-
стид, которых мы временно относим к трем подродам: Erynia, Pan-
dora и Faria. В подрод Erynia Batko входят пока малоизвестные
виды, которые имеют широкие псевдоцистиды, во много раз пре-
восходящие по размерам конидиеносцы, иногда отмирающие
раньше, чем образуются конидии. Эти грибы особенно часто встре-
чаются в местах с повышенным увлажнением. К ним относятся
Z. (Erynia) ovispora (Nowakowski) Batko на Lonchaea vaginalis
Meig., Z. (Erynia) conica (Nowakowski) Batko на комарах-дергу-
нах, Z. (Erynia) curvispora (Nowakow.) Batko на мошках, напри-
мер на Simulium latipes Meig. Копидии грибов этих видов удли-
ненные, слегка изогнутые с широко закругленной папиллой,
25—40 мк длины и 10—15 мк ширины. Цистиды длиннее конидие-
носцев. Зигоспоры шарообразные, образуются в результате слия-
ния (копуляции) нитей мицелия, которые в местах соприкосно-
вения соединяются короткими перемычками («мостиками»). Вид
Z. (Erynia) jaczewskii (Zaprometov) Batko идентичен с видом
Entomophthora zabri Rozsypal, выделенным из личинок жужели-
цы Zabrus tenebrioides Goeze. По данным Розсыпала, болезнь про-
явилась в 1930 г. в Моравии в 30 разных местностях и к концу
марта ею местами было поражено 70—90% личинок жужелицы
разных возрастов. На эту болезнь хозяин реагирует почернением
фенолоксидазы, и в месте проникновения гиф уже через 48 часов
возникают черные пятна. На 3—4-й день после заражения личинки
становятся неподвижными, погибают и чернеют. Покровы тела
вздуваются, и тело личинки выглядит затвердевшим. Прорастаю-
щие конидии проникают в тело личинки и образуют слабоветвя-
щиеся гифы с густой зеленовато-серой плазмой. Мицелий посте-
пенно прорастает в жировое тело и мышцы и растворяет их. Вся
внутренняя часть тела хозяина заполняется гифами, и лишьтра-
328
хеи, нервные ганглии и пищеварительный тракт долгое время ос-
таются непораженными. Из мицелия, развившегося внутри тела
хозяина, вырастают наружу булавовидные цистиды (псевдоци-
стиды) 0,3—0,4 мм длины. Под цистидами вырастают конидиенос-
цы, на которых через несколько часов образуются конидии. Раз-
мер конидий 25X14 мк, тип конидий subpapillata с заметной за-
кругленной папиллой. Покоящиеся споры, зигоспоры, образуются
на поверхности тела хозяина, они буроватого цвета, с толстой
оболочкой, гладкие, 33—40 мк в диаметре. Гриб прорастает нару-
жу между сегментами всего тела хозяина и здесь образует поко-
ящиеся споры.
Подрод Pandora Batko имеет тонкие псевдоцистиды и кони-
дии типа papillata, subpapillata или sporangiata, эллиптической,
яйцевидной или грушевидной формы, в плазме которых содержит-
ся много вакуолей, а иногда светопреломляющий кристаллик воз-
ле папиллы. Ядро конидии очень хорошо окрашивается метилено-
вой синей, конидии иногда имеют хорошо выраженную двусторон-
нюю симметрию. Ризоиды пучков не образуют, толстые, часто
разветвленные, с дисками на концах.
К этому роду относятся такие виды, которые вызывают силь-
ные эпизоотии, как, например Z. (Pandora) aphidis (Hoffman et
Fresenius) Batko. Болезнь, вызываемая этим грибом, ежегодно к
концу сезона подавляет массовое размножение тлей. Пораженные
насекомые сначала очень подвижны, и у них изменяется только
окраска (начинается потемнение). Затем насекомые перестают
двигаться, из их тела вырастает ризоид, которым тля прикрепля-
ется к субстрату. После этого тли покрываются налетом из барха-
тисто-блестящих разветвленных конидиеносцев, на которых обра-
зуются споры от удлиненнояйцевидной до широколадьевидной
формы с выдающейся узкой папиллой. Конидии размером
7—13X13—24 мк содержат большое количество одинаковых по
величине жировых капелек. Конидии отбрасываются с конидие-
носцев на расстояние 2—3 см. Больные тли постепенно темнеют и
буреют, все их тело заполняется короткими гифальными тельцами.
Покоящиеся споры встречаются очень редко, их диаметр 33—
45 мк. Болезнь поражает много видов тлей. В Чехословакии ее
изучали Драстих и Розсыпал [36] на гороховой тле Macrosiphum
pisi Kalt. Зарегистрирована она также на Acytrosiphon onobrychis
Boyer, Macrosiphum solanifolii Ashm.. и других видах. Болезнь
проявляется во второй половине августа — в сентябре, и погибших
от нее тлей можно находить на листьях растений до зимы. Холл
и Данн [73—74] использовали Z. (Pandora) exitialis (Hall et Dunn)
Batko в своих опытах против Therioaphis maculata Bucton на лю-
церне. Они размножали этот гриб совместно с Е. (Lichia) virulen-
ta Batko и Conidiobolus coronatus (Cost.) Batko на агаре Сабуро
в бумажных коробочках, затем разнесли 1754 такие коробочки по
полю, зараженному названной тлей. Из перевернутых кверху дном
коробочек конидии отстреливались с культуры гриба и оседали на
329
растениях, где находились тли. Таким путем были созданы очаж-
ки болезни, однако ее дальнейшего распространения не произо-
шло. Искусственный полив люцерны повышал эффективность
гриба.
Подрод Furia Batko представлен грибом Z. (Furia) virescens
(Thaxter) Batko. Конидии этого гриба типа epapillata не имеют
двусторонней симметрии, в большинстве случаев зеленого цвета.
Гриб паразитирует на (гусеницах разных бабочек; исследованный
материал взят с гусениц Plusia gamma L. и Operophthera bruma-
ta L.
Конидии гриба величиной 16—36X10—20 мк в среднем
30X14 мк неправильнояйцевидной или удлиненной формы, папил-
ла у основания часто незаметна (epapillata). Конидиеносцы раз-
ветвленные. Для этого гриба известны только гифы и конидии.
Покоящиеся споры (азигоспоры) до настоящего времени никем не
наблюдались. Некоторые авторы полагают, что этот вид является
вегетативной стадией развития гриба Tarichiutn megaspermutn
Cohn.
Род Tarichium Cohn
К этому роду отнесены такие виды Entomophthoraceae, у ко-
торых обычно или вообще не образуются конидии. Покоящиеся
споры у этих видов отличаются толстой до 10 мк пигментирован-
ной оболочкой (exosporium) с разнообразно скульптурной поверх-
ностью. На оболочке видно место соединения с гифой (foramen);
иногда оно скрыто конусовидным сосочком (папиллой).
Tarichium megaspermutn Cohn
Этот вид — типичный представитель данного рода. Поражает
в Европе гусениц озимой совки и в августе—сентябре вызывает
их массовую гибель. Пораженные гусеницы сначала желтеют, за-
тем становятся табачно-коричневыми, утрачивают подвижность
и, слегка изогнутые, как при линьке, остаются лежать на растении
или поверхности почвы. Затем гусеницы погибают, их тело тем-
неет и становится черным, как сажа, так как под тонкой кутику-
лой образуются бородавчатые, черные массы покоящихся спор.
Все внутренние органы гусеницы, кроме остатков трахей, разру-
шены и использованы грибом, и остается лишь пустая оболочка.
По наблюдениям Кона [28], начальной стадией развития гриба
в теле гусеницы являются плазматические шарики размером
7—15 мк с тонкой оболочкой, которые заполняют гемолимфу гу-
сеницы. Помимо них, здесь появляются многочисленные кристал-
лики, по форме очень похожие на кристаллики уратов из мальпи-
гиевых сосудов. Под действием гриба в гемолимфе происходят
изменения: она заполняется мелкими сгустками и чернеет. Шаро-
видные гифы, по-видимому, выделяют вещества, которые разлага-
330
Рис. 27. Tarichium megaspermum:
a — очень молодые гифы; б — рост гиф; в — гифы в начале образования эндокоиидий:
г. д —распадение гиф на эндоконидии; е — образующаяся азигоспора; ж — пара азиго-
спор; з, и — эндокоиидия и ее прорастание; к — азигоспора с прочной оболочкой; л,
м — последовательные изменения в процессе созревания азигоспоры; слева — круглый опер-
кулум; н — высвобождение экзоспоры при надавливании на покровное стекло; о— внешняя
структура азигоспоры Т. megaspermum; п — азигоспора гриба Т. pustulatus с оперкулумом;
р — азигоспора Tarichium gammae с зернистой поверхностью; с — оптический разрез ази-
госпоры того же гриба.
ют ткани тела хозяина, так как разные органы тела начинают
растворяться, жировое тело дегенерирует, появляются нарушения
и в мышцах. Из шарообразных телец гриба вырастают длинные
гифы, вначале не имеющие перегородок, позднее в них образуют-
ся перегородки. Длина гиф 100—150 мк, толщина 10—15 мк, в их
плазме находятся мелкие зернышки и жировые капельки. Первич-
ная гифа остается в виде плазматического тельца неправильной
формы, из которого вырастает в разных направлениях несколько
гиф. После определенного периода роста внутри гиф происходят
изменения, образуются расположенные близко друг от друга пе-
регородки, и гифа распадается на сферические или неправильной
формы эндоконидии («гонидии» по Кону), которые разносятся ге-
молимфой по телу. Затем из каждой эндоконидии вновь выраста-
ет короткая нить. Эти нити неправильно изогнутые, иногда от них
отходят в стороны короткие отростки (стеригмы), на которых об-
разуются сферические вздутия, развивающиеся в азигоспоры. В не-
которых случаях ростковая нить делится перегородкой на две
клетки, и из каждой развивается азигоспора, причем одна из них
331
бывает более развитой и более зрелой, а вторая, молодая, более
светлой. Покоящиеся споры часто окружены сплетением гиф, иног-
да же обнаруживаются только короткие отрезки гиф с образующи-
мися азигоспорами. Сформировавшиеся азигоспоры правильной
шаровидной формы, диаметром 36—55 мк. Иногда встречаются де-
формированные грушевидно вытянутые споры. На высохшем ма-
териале хорошо видны бороздки, ограниченные ребристыми воз-
вышениями в форме буквы «s». У несозревших спор эти борозд-
ки незаметны. Надавливая на покровное стекло, можно раздавить
внешнюю оболочку (эписпорий) лежащих под стеклом спор, и под
ней обнаружится собственно спора в упругой, толстой оболочке.
После разбухания спор в течение нескольких недель наблюдалось
[28], что споры лопались, по их окружности образовывалась длин-
ная щель, через которую из споры выходило шаровидное образо-
вание; от него в противоположные стороны вырастали гифы, да-
вавшие боковые ветви, как это обычно происходит с мицелием в
плазме гусениц. Вскрытию спор предшествовала перестройка кле-
точного содержимого, резорбция жировых капелек, находящихся
внутри споры, и изменение консистенции плазмы.
Заражение насекомых происходит, очевидно, ранней весной
после «зимней спячки» спор в поверхностном слое почвы. Весен-
няя пахота нарушает места расположения спор, перемещая их
вглубь, и лишь спорадическое заболевание гусениц в период раз-
вития первого поколения создает предпосылки для возникновения
новой эпизоотии. Экспериментальных данных по этому вопросу
нет. Болезнь вызывает массовую гибель озимой совки в Силезии.
После первоначального описания Коном этому грибу никто не
уделял затем должного внимания. Текстер [209] указывает для
родственного озимой совке американского хозяина Agrotis fennica
паразитный гриб Entomophthora virescens, считая его конидиаль-
ной стадией гриба Tarichium megaspermum. У названного гриба
известны только яйцевидные конидии размером 14X30 мк. Азиго-
споры не обнаружены. Мак-Леод [115] обнаружил в Канаде гциб,
идентичный, по его мнению, виду, описанному Коном. Он пара-
зитирует на Malacosoma disstria Hiibn., М. americanum Fabr.,
M. pluviale Dyar.
Покоящиеся споры образуются на поверхности тела гусениц в
мицелии. Эти споры яйцевидные и покрыты хорошо заметными
углублениями, расположенными, подобное ячейкам, в пчелиных со-
тах. Азигоспоры, образующиеся внутри тела гусениц, имеют мел-
коволнистую поверхность, их размер 24X31 мк, т. е. заметно
мельче, чем указывает Коп. На поверхности тела гусениц конидие-
носцы образуют тонкий дымчатый налет. Конидии яйцевидные,
размером 16,5—23X6,5—10 мк. Этот гриб настолько отличается
от описанного Коном, что его следует считать самостоятельным
видом.
В Чехословакии часто встречается болезнь, которая по внеш-
ним признакам типична для возбудителя Tarichium megaspermum.
332
В проанализированном материале обнаружены покоящиеся споры
двух типов, которые по некоторым признакам отличаются от на-
чально описанных. Гриб Tarichium pustulatum Weiser встречается
на гусеницах озимой совки (Agrotis segetum) в центральной и
южной Чехии и в Словакии в окрестностях г. Питры. Большой
процент гусениц погибает в почве или иа ее поверхности, благо-
даря чему в зараженных областях на свекловичных плантациях в
сентябре остается менее 1%' здоровых гусениц совки. Больные
гусеницы после гибели буреют и чернеют. Тела их становятся пу-
стыми, слегка изогнутыми. Высохшие трупы легко разрушаются,
превращаясь в буроватую пыль, которая в воде расплывается бу-
рой массой покоящихся спор гриба. Покоящиеся споры почти ша-
ровидные, размером от 46 до 61 мк, т. е. крупнее спор у вида,
описанного Коном. Внешняя оболочка спор 2—3 мк толщины.
Споры из некоторых гусениц имели средний диаметр 46 мк, в то
же время диаметр спор из других особей, собранных на том же
поле, превышал 60 мк. Внешняя оболочка не сплошь черного цве-
та. Поверхность азигоспор неправильно волнистая, заметно отли-
чается от изображений спор на рисунках Кона.
Tarichium gammae Weiser — это вид, близкий к Т. megasper-
mum. Болезнь, вызываемая этим грибом, проявляется ежегодно
на гусеницах совки-гаммы и изредка также на гусеницах капуст-
ной белянки и Barathra brassicae L. в центральной и южной Че-
хии. В посевах льна, где в массе размножается совка-гамма еже-
годно в августе—сентябре бывают сильные эпизоотии, поражаю-
щие гусениц последнего возраста перед окукливанием; болезнь
переходит и на куколок. Зараженные особи желтеют и буреют,
забираются на верхушки растений и прикрепляются к ним задни-
ми или передними ногами так, что тело насекомого висит под
косым углом к растению. Тело погибших гусениц буреет и чер-
неет, заметно ссыхается и принимает уплощенную форму. Непо-
средственно под тонкой хитиновой кутикулой погибшей гусеницы
расположен сомкнутый слой азигоспор, заполняющих все тело.
Развитие паразита внутри гусеницы протекает так же, как и раз-
витие гриба Т. megaspermutn.
Гифы, разросшиеся в теле гусеницы, распадаются па короткие
отрезки, две средние клетки которых расширяются, принимают
форму мешочка и образуют эндоконидии или хламидоспоры диа-
метром 10—14 мк. Некоторые из них имеют более толстую обо-
лочку. Внутри спор содержатся мелкие капельки жира, которые в
процессе созревания этого образования растворяются и исчезают.
После гибели хозяина из хламидоспор вырастают короткие гифы,
которые посредине расширяются в бесформенное гифальное тель-
це. Оболочка такого тельца утолщается, и все это образование
желтеет и чернеет. Содержимое удлиненного тельца преобразует-
ся, и формируются две рядом расположенные шаровидные азиго-
споры. Плазма из остатков гифы переливается в азигоспоры в
процессе их развития и созревания. Оболочка азигоспор с 2—Змк
333
утолщается до 7—8 мк, в ней остается круглое закрытое непиг-
ментированное оконце диаметром около 8 мк; у некоторых пустых
спор это оконце открыто. Азигоспоры быстро отделяются от остат-
ков гиф; они имеют яйцевидную или шаровидную форму,
40—61 мк длины и 42—55 мк ширины. Некоторые споры приплю-
снуты с одной стороны, и их меньший диаметр Лишь 30 мк. По-
верхность внешней оболочки азигоспор этого гриба покрыта мел-
кими, зернистыми бугорками, диаметром и высотой менее 1 мк,
удаленными друг от друга примерно па 3 мк. Поверхность азиго-
спор этого гриба совершенно не похожа на поверхность спор, изо-
браженных на рисунках в работе Кона [28].
Грибы рода Tarichium, по нашим данным, являются наибо-
лее опасными возбудителями болезней совок, вызывая среди них
ежегодно сильные эпизоотии. Болезнь проявляется обычно в пе-
риод, предшествующий окукливанию, т. с. когда можно ожидать
максимального вреда от гусениц. Развитие эпизоотии длится не
более недели, и за этот срок погибает большинство гусениц. Так
было, в частности, в 1953 г. при массовом размножении совки-
гаммы на сахарной свекле. В 1957—1962 гг. эпизоотии той же сов-
ки наблюдались на посевах льна и на 1 м2 находили в среднем
по три мертвые гусеницы и 4—5 куколок, пораженных грибом
Tarichium, а также 1—2 куколки, зараженные перепончатокрылы-
ми паразитами.
Анализ популяции гриба, распространенной в Чехословакии,
показал недостаточность наших знаний об этом паразите. В свя-
зи с этим необходимо уделить внимание изучению и некоторых
спорных видов, как, например, Tarichium richteri Star et Bres.,
идентифицированному Ф. Бубак [20] как Entomophthora lauxaniae,
обнаруженными на мухе Lauxania aenea Fabr., в теле которой он
образует желтые азигоспоры диаметром 28—50 мк. Заслуживают
внимания исследователей гриб Tarichium cimbicis Bubak, чьи жел-
товатые с зернистой поверхностью азигоспоры заполняют тела личи-
нок пилильщика Cimbex sp., и гриб Tarichium phytonomi Jaczew-
ski (Zaprometov), поражающий личинок Phytonomus variabilis
Herbst и имеющий азигоспоры с бурой, бородавчатой внешней
оболочкой.
Розсыпал [159] в Моравии обнаружил на личинках и куколках
свекловичного долгоносика гриб Tarichium cleoni Wize. До созре-
вания азигоспор наличие этого гриба в зараженной личинке дол-
гоносика незаметно, внешний вид личинки не изменяется. Позд-
нее через тонкий кожный покров личинки начинает просвечивать
ее грязно-оранжевое содержимое, кожный покров разрывается, и
из тела высвобождается мелкозернистая оранжевая масса, содер-
жащая покоящиеся споры. Затем эта масса в шкурке личинки
высыхает, превращаясь в тонкий оранжевый порошок.
Азигоспоры этого гриба очень характерны. Они шаровидные,
25—30 мк в диаметре, с толстой оболочкой, покрытой тупыми ши-
пиками 3—5 мк длины. Гифы 12—15 мк толщины и 40—60 мк дли-
334
ны, с густой зернистой плазмой. Внутренние органы зараженного
насекомого постепенно растворяются под действием ферментов,
выделяемых грибом. Образующиеся на коротких ножках по сто-
ронам гиф азигоспоры вначале имеет тонкую оболочку, и лишь в
процессе их созревания оболочка утолщается, и на ее поверхности
образуются шипики.
В лабораторных условиях не удалось добиться прорастания
азигоспор, а опыты с искусственным заражением этим грибом бы-
ли безрезультатными.
Род Strongwellsea Batko et Weiser
На мухах Hylemyia brassicae Bouche были обнаружены мел-
кие отверстия, происхождение которых ранее не было изучено
[181]. Позднее Стронг, Уэллс и Эппл [199] установили на мухах
Hylemia cilicrura Rondani в Висконсине, что эти отверстия явля-
ются выходами шаровидных полостей, образуемых в брюшке на-
секомых грибом Strongwellsea castrans Batko et Weiser, заполнен-
ных палисадными спорангиеформами. На конидиеносцах гриба
образуются одноядерные овальные конидии. В тело хозяина про-
никают скопления многоядерных гифальных телец. Конидии дли-
ной 21—27 мк и шириной 11—14 мк подобны конидиям гриба
Z. exitialis. Покоящиеся споры не обнаружены. Интенсивность
развития болезни возрастает с нарастанием численности популя-
ции мух по мере их размножения. Максимум развития болезни
приходится на вторую половину июня и июль, когда заражен-
ность мух достигает 47—60%'. Следует указать, что эта болезнь
внешне малозаметна, больные мухи ведут себя, как и нормаль-
ные, и отличаются от них лишь по наличию округлого отверстия
или двух отверстий, занимающих примерно */з ширины сегмента
брюшка. Болезнь проявляется одинаково у самцов и самок. По
наблюдениям некоторых авторов, можно предполагать, что болезнь
снижает способность самцов к оплодотворению.
Род Massospora Peck
Massospora cicadina Peck [147]
Этот род в настоящее время представлен давно известным ви-
дом Massospora cicadina Peck, выделенным Пеком из цикады Ма-
gicicada septemdecim L., распространенной в США. Более подроб-
нее описание гриба дали Спир [186] и Гольдштейн [66]. От других
возбудителей грибных болезней насекомых Massospora отличает-
ся тем, что мицелий гриба развивается преимущественно в пос-
ледних сегментах брюшка цикад за счет сегментальных тканей
жирового тела, гонад, соединительной и мышечной тканей. Поме-
ре развития болезни пораженные участки тканей отламываются,
последний сегмент брюшка отваливается, обнажаются проросшие
335
грибом внутренние органы насекомого, и так осуществляется рас-
пыление конидий вокруг трупа погибшего насекомого.
У грибов этого рода конидии образуются внутри тела хозяина
из коротких гиф. Конидии почти шаровидные, сужающиеся к ба-
зальной папилле. Размер конидий 10—18X18—25 мк. Сконцент-
рированные в массе конидии образуют желтоватый слой, в кото-
рый вкраплены небольшие пустоты. Форма конидий и главное их
бородавчатая поверхность служат отличительным признаком это-
го вида от других представителей семейства Entomophthoraceae.
Покоящиеся споры встречаются не часто; они шаровидные,
38—50 мк в диаметре, бурого цвета, с сетчатой поверхностью.
О связях гриба с хозяином данных мало. Болезнь проявляется
на старых самцах и самках. Распространению инфекции способ-
ствуют перелеты больных цикад в оптимальные для популяции
укрытия, где больные особи заражают конидиями здоровых. В Ев-
ропе эта болезнь не обнаружена.
Massospora levispora Soper [183]
Этот недавно обнаруженный гриб [183] поражает цикад Oka-
nagana rimosa Say, в массе размножающихся в Канаде. У зара-
женных особей склериты сегментов брюшка расходятся и обна-
жается сметанообразная желтая масса гриба. Пораженные бо-
лезнью цикады сохраняют способность к полету. Мицелий гриба,
развиваясь в теле насекомого под кутикулой (локализация ин-
фекции в органах насекомого автором не описана), образует ред-
кую сетчатую массу, заполненную большим количеством конидий,
лежащих в ячейках этой сетчатой массы. Конидии яйцеобразные,
гладкие, размером 6—11X9,5—23 мк, с двумя, иногда тремя ядра-
ми. Покоящиеся споры шаровидные, диаметром 27,5—40,5 мк,
желтого (до буроватого) цвета, с морщинистой поверхностью.
Расположены эти споры внутри тела насекомых, но не в ячейках
сетки мицелия.
На пестрянке Zygaena carniolica Scop., собранной в окрестно-
стях Девина (Словакия), обнаружено заболевание [233], похожее
на поражение грибом Massospora тем, что соответствующие кони-
диям образования отделялись в полость кишечника.
Материал, полученный из другого вида пестрянки Zygaenobia
intestinalis, был недостаточен для определения возбудителя.
Класс Trichomycetes
В класс Trichomycetes входят одноклеточные или многокле-
точные, форетические или эпизоотические грибы, развивающиеся
на покровах насекомых, обитающих в воде, преимущественно на
личинках комаров, комаров-дергунов, мошек, поденок и т. п. Эти
паразиты не вызывают заметных повреждений, но затрудняют пе-
редвижение насекомых вследствие возрастающего сопротивления
336
воды. Некоторые виды грибов, например Rubetella culicis Tuzet et
Manier [221], проникают в ректальную ампулу личинок комаров
родов Anopheles, Aedes, Theobaldia, Uranotaenia, Culex, Ortho-
podomyia. Грибы растут на хитиновой оболочке ампулы и образу-
ют длинные нити, от которых отделяются расположенные рядами
ладьевидные конидии. На остатке гифы у основания конидии име-
ется образование в виде воротничка, к которому из основания
конидии выходит жгутик, вращающийся вокруг своей оси. Вра-
щая этот жгутик, конидия передвигается. Для заражения новой
популяции достаточно контакта здоровых особей с больными ли-
чинками или их линочными шкурками. В течение 5—6 дней за-
ражаются все особи популяции [223]. Обзор видов грибов этого
класса приведен в работе Тюзе, Риу и Манье [222]. При лаборатор-
ном разведении насекомых происходит гибель личинок комаров в
результате развития этих грибов. Кларк, Келлен и Линдегрен
J25] выделили Rubetella culicis на двухфазную твердую питатель-
ную среду (Difco brain-heart) и на жидкую среду, содержащую
2% неопептона и 0,675% NaCl.
Eumycophyta — настоящие грибы
Эти грибы отличаются от грибов ранее описанных групп тем,
что имеют клеточный мицелий, и их гифы разделены перегород-
ками на одноядерные клетки. Размножаются одно- или много-
клеточными конидиями, которые образуются акрогенно (самыми
молодыми являются последние конидии) или базигенно (самыми
молодыми являются первые конидии). Энтомопатогенные виды
грибов имеются во всех трех классах данного порядка: Ascomy-
cetes, Basidiomycetes и Deuteromycetes.
КЛАСС ASCOMYCETES — СУМЧАТЫЕ ГРИБЫ
Эта группа грибов включает виды с большим многообразием
форм и в том числе виды, так или иначе связанные с насекомы-
ми. Эти связи различного характера, от симбиоза, через сапро-
фитное развитие до явного паразитизма. Общим признаком всех
грибов данного класса является наличие сумки, образующейся или
непосредственно в месте слияния двух вегетативных клеток, или
на концах аскогенных гиф, вырастающих из оплодотворенного
аскогония. В развивающейся сумке постепенно образуется 8 аско-
спор, иногда только 4 или менее. Некоторые элементы этой груп-
пы клеток являются продуктом редукционного деления, и они либо
погибают, либо участвуют в образовании лишь определенной ча-
сти аскоспор. Сумка обычно освобождается от содержащихся в
ней аскоспор через открывающееся ранее образовавшееся отвер-
стие (operculum) или через разрывы в стенках сумки, вызывае-
мые давлением скрученного мицелия. Под давлением разбухшего
содержимого сумки споры выбрасываются наружу. Сумки обычно
22 Я- Вейзер
337
имеют булавовидную или цилиндрическую форму, расположены в
твердом перитеции шаровидной или яйцевидной формы, лежащем
в строме гриба. У грибов примитивных групп аскоспоры свобод-
ные. Строма представляет уплотненную грибницу из переплете-
ния гиф, выступает из основного склероция в виде плодового тела,
расположенного внутри или на поверхности насекомого. Перите-
ции имеют наверху отверстие, закрытое мелкими парафизами, через
которое выходит их содержимое. Сумки в перитециях располо-
жены между парафизами и вспомогательными клетками. Энтомо-
патогенные грибы составляют лишь незначительную часть боль-
шого количества видов этого класса.
Более подробные данные читатель может найти в работе Цей-
па [24] *.
HEMIASCOMYCETES —ДРОЖЖЕВЫЕ ГРИБЫ [282]
В этой группе имеются грибы, вызывающие болезни насеко-
мых. Они имеют мицелий, иногда редуцированный или же обра-
зующийся только при особых условиях. Сумки различной формы,
с неопределенным количеством спор. В семействе собственно
дрожжей — Saccharomycetaceae имеются роды, у которых отдель-
ные клетки преобразуются в сумки с 8 или менее аскоспорами.
В подсемействе Nematosporoideae имеются виды с нитевидными
мицелием и дрожжевыми клетками на поверхности и в глубине
культуры на питательной среде. Размножаются мультиполярным
почкованием. Сумки образуются в результате изогамной конъю-
гации или партеногенетически; они содержат игловидные или ве-
ретеновидные аскоспоры, с подвесками или без них. В данную
группу входят два энтомопатогенных вида.
Monosporella tinictispidala Kcilin [95] — заражает личинок Da-
syhelea obscura Winnertz в камеди поврежденных деревьев. В ге-
молимфе мух развиваются мелкие цилиндрические обломки ми-
целия, которые быстро распадаются на отдельные оидии. Оидии,
созревая, постепенно преобразуются в удлиненные цилиндриче-
ские сумки с заметным изгибом на одном конце. Внутри оболочки
такой сумки содержится одна спора. При длине сумки 38—39 мк
и ширине 1,7—2 мк длина аскоспоры около 28—30 мк. Один ко-
нец аскоспоры тонко заостренный, второй имеет закругление ши-
риной около 1 мк. Тонкозернистое содержимое аскоспоры после
фиксации неравномерно отлагается па ее оболочке; в расширенной
базальной части имеется тонкостенная вакуоль. Окраской по
Гейденгейну споры окрашиваются в интенсивно черный цвет.
У высвободившихся из сумок спор содержимое в местах изгиба
или при надавливании перемещается в стороны. Помимо аско-
спор, в созревших сумках не обнаружены какие-либо другие кле-
точные структуры. Молодые сумки с еще недифференцированной
1 См. также «Микологию» Л. Н. Курганова и другие руководства по мико-
логии и фитопатологии. —Прим. ред.
338
Рис. 28. Monosporella unicuspi-
data:
« — сумка о аскоспорой; б — аскоспора
со скрытой у основания вакуолью и
хроматической субстанцией у стенок;
в — молодая аскоспора; г — освобож-
денная аскоспора с полостью; д —
концы аскоспор; е — деформация со-
держимого аскоспоры при ее сжатии
с боков.
плазмой — одноядерные. Учитывая, что в камеди поврежденных
деревьев развиваются и другие виды грибов из Saccharomycetales
(например, Ascoideaceae), поражение насекомых, живущих в ка-
меди, грибом М. inicuspidata вполне объяснимо.
Helicosporidium parasiticum Keilin [96] был описан также в£>а-
syhelea obscura Winn. Ранее этот организм относили к простейшим,
однако изучение материала, полученного из коллекции Кейлина, по-
казало, что это гриб близкородственный предыдущему виду.
В гемолимфе зараженных личинок появляются яйцевидные клет-
ки мицелия, образующие небольшие скопления. В конце развития
после двух последовательных делений образуются скопления, сое-
диняющиеся в сумку. Кейлин изучал этот организм как простей-
шее, и поэтому в его работе пет данных о грибных стадиях раз-
вития этого организма. В промежутке между оболочкой сумки
и клетками от оболочки отделяется спирально скрученный мице-
лий, типичный для Helicosporidium и соответствующий аскоспоре
предыдущего вида. Созревшая сумка имеет тонкую оболочку и
бочковидную форму, которая в известной мере определяется ас-
коспорой, скрученной в три витка. Размеры сумки 5—5,3x4,9—
5 мк, толщина оболочки 0,5 мк. Спирально свернутая аскоспора,
заостренная с одного и закругленная с другого конца, ее длина
62—67 мк, ширина 0,5—0,7 мк. Содержимое аскоспоры такое же
зернистое, как и у предыдущего вида, часто прерывается местами
без зернистой субстанции. В одном месте лежит более интенсивно
окрашивающееся «ядро». Внутри сумки рядом лежат три одно-
ядерные клетки размером 2X3 мк. Некоторые сумки после гибе-
ли хозяина открываются, другие же остаются закрытыми.
Помимо Dasyhelea obscura, этим грибом была заражена Му-
cetobia pallipes Meig., личинки которой обитали в том же месте,
а также клещ Hericia hericia Robin. По данным Кейлина [96], за-
раженные особи были молочно-белого цвета (так же как и при за-
ражении грибом рода Monosporella). На срезах, приготовленных
из материала Кейлина, тело личинки между кишечником и кути-
кулой было заполнено сферическими спорами паразита. Из внут-
ренних органов сохранились только кишечник и незначительные
остатки жирового тела. Место локализации инфекции — гемолим-
22*
339
фа. Ткани пораженных насекомых растворяются, как и при зара-
жении другими грибами. Первыми поражаются жировое тело и
нервные ганглии. В камеди дерева инфекция сохраняется длитель-
ное время, в связи с чем неизбежно заражаются последователь-
но сменяющиеся поколения хозяина. Степень развития болезни
зависит от состояния выделяемой деревом камеди и от погодных
условий.
Наблюдениями других авторов установлена гибель насекомых,
которой сопутствуют дрожжевые организмы. Так, гриб Mycoder-
та cerevisiae Desm., по-видимому, вызывает понос пчел. Евлахо-
ва [85] обнаружила Blastodendrion pseudococci в червеце Pseudo-
coccus citri Risso. Микозное заболевание зарегистрировано и на
Tortrix viridana [235].
EUASCOMYCETES — НАСТОЯЩИЕ СУМЧАТЫЕ ГРИБЫ
Данный подкласс содержит очень много различно организован-
ных групп, семейств и родов, однако среди них очень немного эн-
томопатогенных; поэтому его таксономия здесь не рассматривает-
ся более подробно.
Pericystis apis Maassen —
плесень пчелиной детки
Эта болезнь поражает в ульях личинок пчел на всех стадиях
их развития. В начале заражения мицелий покрывает тело ли-
чинки, а затем прорастает внутрь тела, и личинка погибает. По-
раженные личинки вначале белого цвета, затем, когда образуют-
ся зигоспоры гриба, становятся серыми. В теле хозяина разви-
вается мицелий двух типов — мужской, на котором образуются
небольшие антеридии, и женский, там, где на коротких ножках
вырастают шаровидные оогонии. При слиянии содержимого анте-
ридия и оогония образуются цисты, в которых позднее формиру-
ются аскоспоры. Цисты (гаметангии) темные, бурые до оливково-
го, позднее черного цвета. В культурах на медовом желатине
(30%' меда, 10% желатина) происходит раздельное развитие
мужского и женского мицелия, и в местах их соприкосновения хо-
рошо видны полоски из цист. Гриб растет не только на среде с
медом, но также на питательной среде Сабуро [218]. Родствен-
ный этому виду гриб Pericystis alvei Betts поражает в ульях за-
пасы пыльцы и стенки сот. Для предотвращения плесневой бо-
лезни необходимо в первую очередь снизить влажность воздуха в
улье.
Aspergillus flavus Link и Aspergillus
parasiticus Speare
Оба эти гриба — переходные факультативные паразиты и
лишь случайно заражают насекомых разных видов. Тело хозяина
покрывается и заполняется очень плотным сплетением склероций,
340
среди которых находятся прикрепленные гифами перитеции, запол-
ненные большим количеством сумок. Аскоспоры чечевицеобраз-
ные, с желобком по окружности споры — края споры загнуты и
образуют круговую бороздку. Оба вида иногда встречаются в уль-
ях на пчелиной детке, обычно сопутствуя другим заболеваниям.
Спир выделил из червецов гриб Aspergillus parasiticus, кото-
рый был обнаружен также в Чехословакии в оотеках тараканов.
Виды этого рода существенно различаются по вирулентности, до-
минированию и распространению.
Родственным этим грибам можно считать вид Metarrhizium
anisopliae, ряд признаков которого свидетельствуют о том, что он
относится к сумчатым грибам.
Metarrhizium anisopliae Metchnikoff —
зеленая мюскардина
Зеленая мюскардина относится к обычным болезням насеко-
мых, обитающих в почве. Названный возбудитель признан несо-
вершенной стадией гриба из рода Eurotium и впервые обнаружен
Мечниковым. Сорокин отнес этот вид под указанным выше на-
званием к числу Deuteromycetes.
Развитие инфекции в хозяине. Споры гриба, попавшие на те-
ло насекомого в течение 24 часов с одного конца прорастают, и
ростковая трубочка проникает через покровы в тело хозяина.
Здесь нити гифы делятся, мицелий разрастается и пронизывает
все органы тела насекомого, пока оно не заполнится грибницей,
а ткани хозяина исчезают, целиком потребленные паразитом. Ра-
створения тканей не происходит. Гифы гриба прорастают через
покровы наружу и на поверхности тела насекомого образуют бе-
лый до розоватого мицелий. Из сплетений гиф плотными, замет-
ными пучками радиально отходят короткие конидиеносцы, на ко-
торых развиваются конидии. Конидии палочковидной формы,
3,5 мк ширины и 6,5—7,2 мк длины, зелено-серого до оливково-
зеленого цвета, соединены в тесные цепочки и на поверхности те-
ла хозяина образуют хорошо видимый налет. Конидии легко отде-
ляются друг от друга и от конидиеносцев. Если пораженное на-
секомое перенести из почвы во влажную камеру, подстилающий
мицелий разбухает и открывается слой спор. Вокруг насекомого,
погибшего от зеленой мюскардины, в почве разрастается белый
мицелий, внутри которого развиваются плодоносящие нити. Если
труп насекомого, обросший грибницей паразита, попадает на по-
верхность почвы и влажность среды изменяется, белый слой ми-
целия разрывается и появляются зеленоватые конидии.
Нити мицелия в теле хозяина 3—4 мк толщины и до 20 мк
длины, разделены на короткие клеточные участки с многочислен-
ными включениями жировых капелек и с тонкогранулированной
плазмой. Плодоносящие нити мицелия вырастают всегда перпен-
дикулярно на поверхность грибницы, дихотомически делятся, и их
341
последняя клетка, от которой отделяются конидии, мало отлича-
ется по форме. Такая клетка вырастает, длина ее удваивается и
посередине проходит черта, отделяющая спору. Заражение насе-
комого в подавляющем большинстве случаев происходит через по-
верхностную кутикулу. Споры чаще всего концентрируются в меж-
сегментных складках с мягким хитиновым покровом, но наблю-
дались случаи проникновения ростковых трубочек и через твердый
хитиновый покров. Поверхность спор маслянистая, несмачи-
вающаяся; поэтому споры хорошо пристают к покровам насеко-
мых. Прорастая, спора дает трубочку, проникающую через кож-
ный покров; в местах проникновения эта трубочка несколько утол-
щается. Пигментные структуры хитина под воздействием гриба
растворяются, в связи с чем заметно изменяется окраска в месте
проникновения паразита внутрь тела хозяина. Темный хитин обыч-
но желтеет или буреет, а светлый становится серым. Иногда об-
разуются черные пятна. Помимо проникновения гриба через пок-
ровы, некоторые авторы установили заражение насекомых грибом
через кишечник, например, сильно хитинизированных жуков (Bot-
hynoderes, Melolontha) [159].
Болезнь протекает в теле насекомых 4—6 дней, в зависимости
от размера и вида насекомого и дозы инфекции. В течение этого
периода зараженная особь постепенно утрачивает подвижность,
перестает питаться, на ее покровах появляются бурые пятна. В ко-
нечной стадии развития болезни насекомое не реагирует на раз-
дражения и медленно погибает. Дальнейшее развитие мицелия и
плодоношение гриба происходят лишь при соответствующей влаж-
ности среды.
Данный вид гриба экологически требует влажных теплых ус-
ловий, поэтому он чаще всего встречается на насекомых, обита-
ющих в почве. Болезнь обычна для личинок, куколок и взрослых
особей хрущей и других жуков (Melolontha melolontha L., М. hip-
pocastanei L., Anisoplia austriaca Herbst, Oryctes rhinoceros L.,
Bothynoderes punctiventris Germas, Otiorrhynchus ligustici), гусе-
ниц совок, обитающих в почве (Plusia gamma, Agrotis segetum),
уховерток (Forficula auricularia L.), но также и для вредителей
запасов, например Ephestia kuehniella Zell. Искусственно болезнь
была перенесена на многих других насекомых.
Гриб можно культивировать на мясопептонном агаре или на
микологическом агаре Дифко, однако лучше всего на твердых или
жидких питательных средах с суслом.
Из натуральных питательных сред можно с успехом использо-
вать пивную барду, нарезанный стерилизованный картофель, мор-
ковь, сахарную свеклу или прорастающие зерна кукурузы. Для
культивирования гриба можно также использовать и другие пред-
варительно простерилизованные материалы: листья, разлагающи-
еся растительные остатки, мертвых насекомых. Выделение гриба
лучше всего производить на агар с суслом, высевая на среду ко-
нидии, аккуратно собранные с чистых мест плодоношения мокрой
342
стеклянной палочкой или платиновой иглой. Споры прорастают на
среде при 25° С через 12 часов, образование конидий начинается
через 4 дня и достигает максимума через 5 дней. Некоторые
штаммы гриба отличаются значительно замедленным ростом на
средах. Возможно культивирование на жидких средах глубинным
методом. Инокулят вносят в среды, по составу аналогичные сре-
дам для поверхностного культивирования. Наилучшей является
среда с пивным суслом (7° по Баллингу). Впервые опыты глубин-
ного культивирования были проведены Адамеком еще в 1963 г.
При глубинном культивировании развиваются яйцевидные споры
гриба (типа эндоспор), подобные спорам Beauveria bassiana.
Среды, используемые для культивирования В. bassiana, менее
пригодны для М. anisopliae.
Теленга для размножения М. anisopliae использовал наклю-
нувшиеся и раздробленные зерна кукурузы. После полной спо-
руляции гриба, он высушивал и размалывал культуру гриба вместе
с питательным субстратом, получая порошок, которым обра-
батывал опытные поля. Массовое производство этого гриба воз-
можно на твердых средах — на отрубях, ломтиках свеклы, на по-
лове и опилках, пропитанных пивным суслом. Питательная среда
стерилизуется в жестяных коробках и рассыпается невысоким
слоем в предварительно простерилизованные путем фумигации
металлические противни. Инокулят вносят путем разбрызгивания
водной суспензии спор, смытых стерильной водой с культуры гри-
ба на агаре с суслом. Разбрызгивание суспензии на подносы с
питательной средой производится сжатым воздухом, подаваемым
через стерильный ватный фильтр. Через 5—10 дней инкубации
при 25° С получают материал, в котором полностью закончилась
споруляция; после высушивания в вакуумной сушилке или в бара-
бане с теплым воздухом и размола этот материал пригоден для
применения.
Практическое использование. Гриб М. anisopliae приурочен к
умеренному и влажному климату. Его температурный оптимум
лежит между 20 и 25° С. Гриб требует относительно высокой
влажности. К повышенным температурам мало устойчив: пяти-
минутное выдерживание при температуре 50° С губит подавляю-
щее большинство конидий, аналогично влияют на споры и сол-
нечные лучи. Для возникновения болезни необходимо наличие оп-
ределенной концентрации спор в почве.
Классическим примером практического использования гриба
М. anisopliae является его применение для борьбы с хлебным
жуком Anisoplia austriaca Herbst. Впервые этого паразита при-
менил Мечников в 1879—1880 гг., получивший хорошие результа-
ты как в лаборатории, так и в поле. Личинки вредителя со-
средоточиваются в большом количестве возле корней растений и
поэтому легко заражаются препаратом гриба, применяемым при
посеве или внесении удобрений. Погибшие от болезни особи ста-
новятся вторичными очагами инфекции, откуда болезнь распро-
343
страняется далее. Искусственное внесение спор гриба часто лишь
активировало развитие уже имевшейся в данной местности бо-
лезни.
Другим классическим объектом является свекловичный долго-
носик— Bothynoderes punctiventris. В опытах Красильщика на
обработанных площадях через 10—16 дней погибло от болезни
55—80%' личинок долгоносика. Позднее Теленга [207] применял
свой порошковидный препарат из этого гриба для борьбы с долго-
носиком, смешивая его с семенами свеклы или внося в рядки вме-
сте с суперфосфатом. По сообщению Теленги, в результате обра-
ботки семян свеклы препаратом гибель личинок долгоносика до-
стигала 68%, а при внесении препарата вместе с удобрением —
75%'. Установлено также, что па прилегающих необработанных
полях грибным заболеванием было поражено 42% личинок долго-
носика. Все это свидетельствует о том, что в данном случае поч-
ва была очень благоприятной для развития болезни. В ряде опы-
тов, кроме биопрепарата, применялся также гексахлоран, однако
сколько-либо заметного синергического их действия не было ус-
тановлено.
Из других насекомых, против которых применяли споры это-
го гриба, следует указать Tomaspis saccharina Distant, из равно-
крылых, уничтожение которого в США с помощью биопрепарата
с успехом проводили Гаф [68], Рорер [163] и Симмондс.
Опыты Нотини (1942 г.) с использованием гриба оказались
успешными против гусениц озимой совки, а также стеблевого мо-
тылька [76]. Рорер [163] организовал массовое производство био-
материала возбудителя в специальных термостатических камерах
на резаном картофеле и на рисе. Полученную на этих средах
культуру размалывали и порошковидный препарат, содержащий
споры гриба, использовали для опыливания сахарного тростника
с расходом 2—3 кг/га.
Очень много опытов было проведено по использованию гри-
ба против вредящих кокосовым пальмам личинок жука носорога
Oryctes rhinoceros L. После первых успехов, достигнутых Фриде-
риксом [59], хорошие результаты получили также Чериан и Анан-
танайян при заражении грибом мест отрождения и скоплений жу-
ков. Однако другие исследователи не добились хороших резуль-
татов в подобных опытах и было установлено, что даже повышенные
дозы возбудителя не привели к повышению зараженности. По-
видимому, вопрос о практическом использовании этого энтомопа-
разитного гриба требует более детального изучения экологии ли-
чинок вредителя, с тем чтобы вносимый инфекционный материал
действительно был эффективным.
Обычной является мюскардина западного майского (Melolon-
tha melolontha) и восточного майского хрущей (М. hippocastanei).
Болезнь на разных почвах проявляется неодинаково часто. В пес-
чаных почвах долины реки Эльбы обнаруживали до 78%' боль-
ных личинок западного майского хруща, а в глинистых почвах эта
344
болезнь встречается очень редко. Разницу в распространении бо-
лезни наблюдали также Юрпэн и Ваго, которые в 1958 г. находи-
ли зеленую мюскардину на яйцах, личинках, куколках и взрос-
лых особях хрущей преимущественно в местностях с высокой
влажностью.
Заражение насекомых мюскардиной происходит как при кон-
такте здоровых особей с больными, так и через пищу. Помимо на-
званных насекомых, болезнь обнаружена на Cetonia aurata L.,
Amphimallon majalis Raz., A. solstitialis L., Phyllopertha horti-
cola L.
По всем имеющимся данным, места нахождения зараженных
личинок хрущей совпадают с распространением инфекционного ма-
териала. Лишь на, сильнозараженных участках может возникнуть
эпизоотия, поэтому внесение инфекционного материала на зара-
женных хрущами площадях всегда целесообразно. После того как
будет создана эта основная предпосылка, нужно принять меры к
обеспечению достаточно высокой влажности почвы для успешного
развития болезни. Заражение насекомых грибом М. anisopliae
может происходить при сочетании таких факторов, как наличие
минимальной дозы инфекции, вирулентного штамма возбудителя,
достаточной влажности, снижения устойчивости хозяина.
Гриб Meiarrhizium anisopliae Metch.— космополит, распрост-
ранен по всему миру и отсутствует лишь в некоторых изолиро-
ванных местах (острова и т. п.). Другие виды этого рода — экзо-
тические. М album Petch встречается па о. Цейлон; он имеет бе-
лые конидии. М. brunneum Petch с желтыми и бурыми конидиями
паразитирует на цикадах на Филиппинских островах. М. glutino-
sum Pope с темно-оливковыми конидиями развивается на разла-
гающихся органических веществах.
Сумчатые грибы, паразитирующие на кокцидах и белокрылках.
На кокцидах и белокрылках зарегистрировано несколько видов
паразитических грибов, относящихся к разным таксономическим
группам. Для них характерно определенное экологическое сходство:
они растут на коре деревьев и паразитируют на присосавшихся к
растению насекомых. Некоторые виды таких грибов — подлинные
облигатные паразиты, другие, наоборот, служат защитой длякок-
цид, обитающих под прикрытием грибов, хотя какое-то количество
насекомых и потребляется грибом как источник пищи.
Myriangium duriai Mont, et Berk. — представитель группы гри-
бов, живущих в симбиозе с тропическими кокцидами. В местах
расположения колоний кокцид образуются черные или зеленова-
тые пленки грибницы, покрывающие присосавшихся к растению
насекомых. Конидиальная стадия этого гриба не обнаружена. На
поверхности грибницы (стромы) находятся чашевидные плодовые
тела с одним архикарпием. Сумки (аски) гриба яйцевидные, с
поперечными полосами и с продольной бороздкой. У других ви-
дов, как, например, у Myriangium curtisii Berk, et Mont., плодо-
вые тела лежат в желто-бурой строме гриба. Под грибницей на-
345
ходится кокциды, оплетенные мицелием питающегося ими гриба.
Спорным случаем является гриб Sphaerostilbe auranticola
Berk, et Br., обнаруженный в разных видах кокцид в Калифорнии
и Флориде. Фишер [52] не удалось ни в одном случае заразить
кокцид, из которых этот гриб был выделен. Вероятно, этот гриб
проникает в уже погибших насекомых. Примером вторичного воз-
будителя служит гриб Nectria diploa Berk, et Curt, (несовершен-
ная стадия Microcerca), который был обнаружен в колониях щи-
товок Chrysomphalus aonidum L. Учитывая, что многие виды гри-
бов из этого рода — паразиты, развивающиеся на ветвях разных
деревьев, паразитизм данного вида, как и N. coccinea Pers, на
насекомых, вызывает большие сомнения. Родственный вид Scoleco-
nectria cocciocola El. et Everth. покрывает шаровидными скопле-
ниями опушенных перитециев щитки разных видов кокцид. Гриб
Podonectria coccicola El. Everth. чаще всего обнаруживают на щи-
товках рода Lepidosaphes, на которых он образует бурые пери-
теции. Некоторые авторы считают, что заметное снижение чис-
ленности щитовки L. gloveri во Флориде в тридцатых годах бы-
ло вызвано завозом этого гриба [230]. Другие авторы считают
данный вид безвредным сапрофитом.
Род Hypocrella Sacc. известен тем, что образует клубневидную
строму на растениях в тропиках. Петч [148] на ряде примеров по-
казал, что бесполой формой грибов этого рода являются виды,
относящиеся к роду Aschersonia. Эти грибы действительно пора-
жают кокцид и личинок белокрылок. Наибольшее значение имеет
вид Aschersonia aleyrodis Webber, его совершенная стадия Hypo-
crella libera Syd. В несовершенной стадии этот гриб образует на
белокрылках плоскую мучнистую строматическую красноватую
массу. Болезнь проявляется в том, что пораженная нимфа взду-
вается, усиливается выделение ею медвяной росы и под.кожными
покровами становятся заметны нити гриба. Насекомое погибает, и
из стенок его тела прорастает наружу мицелий гриба. В сухую
погоду, когда погибшие насекомые быстро высыхают, образования
конидиеносцев не происходит. Фоусетт [49] культивировал этот
гриб на кусочках топинамбура. Максимальное плодоношение в
этом случае наступало через 30—40 дней. Из созревших культур
споры вытряхивали в воду и после процеживания с целью удале-
ния остатков мицелия и среды такая суспензия использовалась
для опрыскивания зараженных вредителем плантаций. Для пов-
торных опрыскиваний применяли споры гриба, собираемые со сре-
занных ветвей с колониями вредителя, пораженными грибом.
Применение этого гриба способствовало снижению численности
белокрылки, но не настолько быстро, чтобы этот метод мог конку-
рировать с инсектицидами.
Вторым эффективным видом является Aegerita webberi Faw.,
который поражает Dialeurodes citrifolii Morg., Aleurothrixus ho-
wardi Auaint и соответственно Aleurocanthus woglumi Ashby. Шо-
коладно-коричневая строма гриба покрывает все тело белокрылки,
346
из которого выходят толстостенные гифы. Эти гифы разрастаются
вокруг по коре ветвей и заражают всех встречающихся бело-
крылок.
Листья, на которых растут гифы, при их просмотре сбоку вы-
глядят блестяще-шелковистыми. От нитей гриба отходят боковые
короткие ответвления с подобными конидиям шаровидными ско-
плениями клеток на концах (спородохиями). Такие споры прочно
удерживаются в скоплениях, в то время как боковые отростки гиф,
на которых они образовались, высыхают и легко обламываются.
Ветер разносит спородохии, и болезнь быстро распространяется.
При искусственном заражении насекомые погибают через 9дней,
а через 16 дней появляется строма гриба, которая разрастается
по дереву. Культивирование гриба на искусственных питательных
средах не удается, поэтому для введения инфекции в биоценозы,
где этого гриба нет, вносят ветки растений с зараженными бело-
крылками, высаживают в насаждениях деревья с пораженными
грибом вредителями или проводят опрыскивание деревьев суспен-
зией, в которую смыты спородохии с ветвей, зараженных погибши-
ми от гриба насекомыми. Такая колонизация паразита во многих
случаях успешно снижала численность вредителя [50]. Данных о
грибах этого рода в Европе в литературе нет.
Из порядка Hypocreales, к которому относятся вышеописанные
виды, были исключены виды грибов, отличающиеся по располо-
жению и окраске перитециев. Миллер предложил для этих грибов
особый порядок Xylariales, куда отнес также энтомопатогенный
род Cordyceps.
Cordyceps Fries —«гусеницы»
Этот род в настоящее время содержит более 200 видов грибов,
большинство которых поражают насекомых из разных групп, и
лишь небольшая часть видов развивается на других органических
субстратах. Для этих грибов было предложено чешское название
«гусеницы». Представители рода Cordyceps распространены во
всем мире, но преобладающее большинство встречается в теплом
и влажном климате тропических и субтропических зон. Размеры
склероциев этих грибов колеблются от нескольких миллиметров
до 25 см, как, например, склероции новозеландского вида Cordy-
ceps hue gelt Cord а. В Европе также встречаются виды с крупны-
ми склероциями, например Cordyceps norvegica Sop. из Норвегии
имеет склероции длиной 15—20 см. Сведения об этих грибах име-
ют многовековую давность, причем интерес к ним вызывался от-
нюдь не желанием систематизации. Коренные обитатели Новой
Зеландии собирали гусениц проросших мицелием Cordyceps huege-
Н как лакомство, называемое «awetos». В Китае в течение многих
веков собирали склероции гриба Cordyceps sinensis как лекарство.
Патер Переннин во время своего путешествия в Китай видел это
лечебное средство лишь во дворце императора в Пекине, однако
347
это лекарство было и имеется в продаже в китайских аптеках.
Оно продается в пакетах, в которых по 50 и более штук плотно
уложены пораженные гусеницы со склероциями гриба. Это лечеб-
ное средство, собираемое в провинции Сычуань и в ряде областей
на границах с Тибетом, обладает общим тонизирующим действи-
ем и несколько усиливает кровообращение. Его добавляют в супы
из курицы или утки; при этом, естественно, все потребляется — па-
рагитированные грибом гусеницы, отвар и мясо птицы. Положи-
тельный результат такого лечения, по-видимому, можно приписать
обоим компонентам. Ловег [111], обработавший некоторые мате-
риалы коллекций Венского естественноисторического музея, ука-
зывает, что хозяином этого гриба были гусеницы бабочек из ро-
дов Hepialus и Phassus. Гоффманн [78] отмечал случай, когда ис-
пользованный человеком в пищу другой гриб вместе с остатками
нимфы цикады вызвал заболевание, потребовавшее лечения в
больнице. Несмотря па это, гусеницам со склероциями гриба при-
писывалась волшебная сила, что объясняется, по-видимому, пора-
жавшим воображение соединением растительного и животного ор-
ганизмов. Патер Торрубиа в 1749 г. обнаружил на о. Кубе мертвых
ос с наростами гриба. Он настолько преувеличил этот случай, что
на рисунке изобразил деревца с ветками и листьями, выросшие из
мертвых ос, а вокруг них летающих ос, из тела которых растут
кустики. Эти рисунки, по-видимому, должны изображать истории,
услышанные автором, но не проверенные им лично, почему и про-
изошла ошибка в понимании слова «растение». В начале XVIII в.
было написано несколько философских трактатов о том, как воз-
никают «химеры» между червем (гусеницей) и растением — ор-
ганизм, который головной частью поедает траву, а на противопо-
ложном его конце растет трава. Только в последние десятилетия
была развенчана легенда о целебной силе грибов рода Cordyceps,
поскольку в них не обнаружено каких-либо эффективных лечебных
веществ. Было бы неплохо, если бы эти грибы оказались полез-
ными в биологической борьбе с вредителями растений.
В этой функции грибы рода Cordyceps выступают в двух фор-
мах. Во всех случаях, когда образуются половые стадии, сумки,
в удлиненной, булавовидной строме гриб относится к роду Cor-
dyceps. Помимо того, на ряде примеров доказано, что несовершен-
ные грибы, относимые в настоящее время к родам Hirsutella Pat.,
Stilbella Syd., Hymenostilbe Petch, Sporotrichum Link, Cephalo-
sporium Cda. и Acrostalagmus Cda., являются неполовой стадией
видов рода Cordyceps. Несмотря на необыкновенную форму пло-
довых тел, образуемых этими грибами в совершенной стадии, их
несовершенные формы представляют значительно больший инте-
рес для использования в борьбе с вредителями, потому что они
действительно способны заражать вредителей и вызывать их мас-
совую гибель. Есть основания полагать, что совершенные ста-
дии этих грибов более требовательны к условиям температуры
и влажности, чем их несовершенные стадии, и поэтому первые
348
встречаются почти исключительно в тропических и субтропических
областях, 1огда как их несовершенные формы обычны и в уме-
ренном поясе.
Морфология рода Cordyceps. Гифы, вырастающие из аскоспор
гриба, по данным некоторых авторов, проникают в тело хозяина
через дыхальца, а по данным других — непосредственно через ку-
тикулу. Внутри тела насекомого гифы разрастаются и, переплета-
ясь, образуют белый, иногда красноватый или бурый эндосклеро-
цнй, па котором из гиф образуются терминальные, латеральные
или ннтеркалярные шаровидные геммы с тонкой или уплотненной
оболочкой. Органы хозяина под воздействием гриба обедняются
питательными веществами, жировое тело редуцируется, и посте-
пенно исчезают и все остальные органы. Все тело насекомого за-
полняется мицелием гриба, который вырастает также на поверх-
ности тела и прикрепляет его к субстрату или почве. У некоторых
видов мицелий не растет на поверхности тела насекомого или же
прорастает, а затем исчезает.
Из эндосклероция, образовавшегося в теле хозяина, выраста-
ет удлиненная строма (плодовое тело), из одного хозяина одна
или несколько, вырастающих одновременно или же последова-
тельно друг за другом, в зависимости от вида гриба. У некото-
рых видов строма вырастает из мест, находящихся ближе всего
к поверхности тела хозяина, у других всегда из одной и той же
части тела, из ротового или анального отверстия, из груди или из
сочленений ног. Размеры стромы зависят от вида гриба и разме-
ров хозяина. У форм грибов, образующих несколько стром, соот-
ветственно их количеству уменьшаются и размеры. Каждая стро-
ма имерт стерильную (не образующую спор) ножку, а на ней соб-
ственно плодовое тело. Ножки плодового тела бывают разной
длины, даже у одного и того же вида различия могут быть до-
вольно значительны в зависимости от местонахождения эндоскле-
роция в теле хозяина.
Цвет и консистенция стромы у разных видов неодинаковы.
Строма может быть мясистой, волокнистой, кожистой, одревеснев-
шей и очень разнообразной окраски: землисто-серой, желтоватой,
оранжевой, красной, оливково-зеленой, коричневой или черной.
У некоторых видов — главным образом тропических — ножки и
собственно плодовые тела бывают разного цвета. Есть виды гри-
бов, у которых поверхность стромы с высыханием чернеет. Спле-
тения на поверхности и внутри стромы различаются по форме
клеток. Перитеции гриба расположены в поверхностном слое или
погружены в строму. Они шаровидной, яйцевидной, грушевидной,
правильной или неправильной формы, собраны в группы, распо-
ложены на вершинной части стромы, на наружной ее стороне или
на одной из сторон лежащих подушечек. Сумки, находящиеся в
перитециях без парафиз, удлиненные, с утолщенной полярной ша-
почкой, в центре верхней части имеется узкий канал. Внутри сум-
ки лежат нитевидно-удлиненные аскоспоры, которые еще в период
349
нахождения в сумке иногда разделены поперечными перегород-
ками на большое количество вторичных спор. В то время как ас-
коспоры по форме веретеновидные или нитевидные, вторичные спо-
ры — палочковидные, веретеновидные или шаровидные. Размер
аскоспор 1,5—2 мк ширины и 2,8—4 мк длины (иногда больше), в
зависимости от вида гриба.
Систематика рода Cordyceps очень сложна, для определения
этих грибов рекомендуем работу Майнсе и особенно Муро [131]
и Кобайаси [100].
Культивирование гриба. Де Бари [34] подтвердил предположе-
ние Тюласна о том, что гриб Isaria farinosa является несовершен-
ной стадией Cordyceps militaris. Он заражал аскоспорами этого
гриба гусениц молочайного бражника (Sphinx euphorbiae) и по-
лучил недоразвитую строму с перитециями. Он же вырастил из
аскоспор на искусственной питательной среде вегетативный мице-
лий с конидиями. Сопп в 1911 г. впервые получил стромы грибов
рода Cordyceps на искусственной среде. Якусиджи и Кумасава,
выращивая гриб на искусственных питательных средах, получили
культуры грибов С. militaris, С. tacaomontana и С. pruinosa с об-
разованием стром, причем гриб С. tacaomontana дал в культуре
не только строму, но и конидиальные образования. Для культиви-
рования эти авторы использовали рисовые среды (10 г обрушен-
ного риса дважды вываривалось в 25 мл дистиллированной
воды в 100 мл колбеЭрленмейера). На разваренный рис платино-
вой иглой высевали споры гриба, взятые из перитециев. Культи-
вирование длится много месяцев.
На территории Чехословакии в настоящее время известно 6 ви-
дов из рода Cordyceps, обнаруженных случайно. Виды этого ро-
да не часты в микофлоре Чехословакии, поэтому исследователи не
уделяли им особого внимания.
Вид С. militaris относится к числу наиболее распространен-
ных в Европе, он поражает гусениц и куколок ряда бабочек и, в
частности, Arctia caja L., Taumetopoea pityocampa Schiff., Macro-
tylacia rubi L., Dendrolimus pini L., Gastropacha quercifolia L.,
Panolis flammea Schiff., Phalera bucephala L., Sphinx euphorbiae L.
н другие виды. Пораженные грибом насекомые лишь частично
покрыты мицелием. Из эндосклероциев выходит обычно одна стро-
ма мясистой консистенции, высотой 2,5—4,5 см, булавовидно рас-
ширенная на конце. Та часть стромы, где образуются перитеции,
карминно-красного цвета, остальная часть, а также промежутки
между группами перитециев окрашены бледнее. Сумки с неболь-
шим колпачком содержат по 8 аскоспор, вторичные споры палоч-
ковидные, размером 1—1,3X2,8—3,5 мк. Болезнь неспецифична
для определенных мест, ею поражаются насекомые, развивающи-
еся как на лиственных, так и на хвойных породах. Пораженные
болезнью гусеницы остаются лежать на поверхности почвы или в
ее поверхностном слое. Конидиальная стадия гриба известна как
Cephalosporium militare Kobayashi.
350
Вид С. dittmari Quel, часто паразитирует на осах. В Чехосло-
вакии, ио материалам гербария Карлова университета в Праге,
обнаружен на шершне Vespa crabro L. Гриб образует стромы
одиночные или в пучках длиной 2,5—3 см, с яйцевидной плодо-
носной частью, интенсивно желтого цвета, остальная часть стро-
мы бледно-желтого цвета.
Вид С. tuberculata Lebert является паразитом куколок и гу-
сениц крупных насекомых (из семейств Sphingidae, Noctuidae
и др.). Гриб широко распространен в Европе, Азии, Африке, в
Центральной и Южной Америке. На пораженных куколках и гу-
сеницах образуется несомкнутый покров из белого мицелия. Стро-
мы, радиально выходящие из межсегментных мембран, у типич-
ной формы короткие, раздвоенные на концах, с шероховатой по-
верхностью. Перитеции рассеяны по вершинной части стромы.
Цвет стромы желтый, вокруг перитециев переходит в золотистый.
Маржан [121] выделил из перитециев аскоспоры на питательную
среду и получил чистую культуру гриба, которую выращивал на
дрожжевом агаре, агаре с пивным суслом, на картофеле и на свек-
ле. Особенно хороший рост гриба наблюдался на дрожжевом
агаре с глюкозой или желатином и пептоном, а также на агаре с
пивным суслом и с глюкозой. Очень хорошее развитие гриба с
образованием конидий Маржан получал на ломтиках и стружке
свеклы. На этой среде образовывались и оранжево-желтые стро-
мы длиной 1,5 см, несущие на вершинной части перитеции с ас-
коспорами в сумках, причем наряду с ними образовывались и ко-
нидии на конидиеносцах.
На ломтиках картофеля гриб также рос, но стромы и перите-
ции не образовывал, в то время как на агаровых средах проис-
ходило образование стром с перитециями.
Для глубинного культивирования гриба Маржан использовал
в качестве питательной среды пивное сусло (6,5° по Баллингу)
при pH 5,5. Культивирование велось в темноте на качалке. Че-
рез 5—6 дней питательная среда заросла нитями мицелия гриба.
В среде образовались короткие гифы, которые интенсивно разра-
стались, пока не заполнили всю жидкость. Первые споры появи-
лись на конидиеносцах через 5—6 дней после инокуляции. Стро-
мы и перитеции образовались через 14 дней. Оптимальная для
развития гриба температура 18—22° С, слабый рост происходит
уже при 14° С, а также при 28° С. При более высокой температу-
ре гриб не образует стромы.
В опытах с искусственным заражением Маржану удалось за-
разить бабочки Ephestia kuehniella Zell, и гусениц Sphinx ligust-
ri L. спорами, полученными из перитециев стром на Sphinx pi-
nastri, причем гибель насекомых происходила на четвертый и де-
вятый день после их заражения. На поверхности тела мертвых
особей, помещенных на увлажненную фильтровальную бумагу, по-
явились гифы, выходящие из дыхалец и межсегментных соедине-
ний. Спорами, выращенными путем глубинного культивирования,
351
Рис. 29. Плодовые тела Cordyceps
clavulata на ложнощитовке Leca-
nlum coryli (10х).
на сусле были заражены жуки ам-
барного долгоносика, гусеницы и
бабочки амбарной огневки, нимфы
и взрослые особи сверчка домово-
го (Gryllus domesticus L.), двух-
точечной коровки (Coccinella bi-
punctata L.) и личинки хрущака
мучнистого (Tenebrio molitor L.),
причем смертность этих насекомых
достигала 70—100%’.
куколок амбарной огневки, хохлат-
ки (Notodonta sp.) и жуков муч-
ного хрущака при заражении их
грибом была значительно ниже. Инкубационный период развития
гриба продолжался 6—20 дней. Не удалось заразить этим пара-
зитом Plagiodera versicolor, Melasonia аспса, I'orficula auricularia
и Aleurobius farinae.
В целом опытами Маржана было установлено, что свежие ас-
коспоры пригодны для выделения гриба в чистую культуру, что
гриб хорошо растет на ряде микологических сред и полученные
таким путем споры способны заражать и вызывать болезнь с ле-
тальным исходом у разных видов жуков, прямокрылых и бабочек.
Вид С. clavulata Schw. — гриб, имеющий небольшие размеры,
специфичный для ложнощитовок Lecaniinae. В Чехословакии по-
ражает ложнощитовку Eulecanium coryli L., причем его корот-
кие, длиной 0,1—0,4 см, кожистые стромы выходят по 2—3 из од-
ного «щитка». Молодые стромы игловидной формы, плодущая кон-
цевая часть ложковидно расширенная, розового цвета. В Чехо-
словакии этот гриб часто встречался па сливовой ложнощитовке
(Sphaerolecanium prunastri), на ясенях в равнинных лесах по до-
линам рек Моравы и Дии до 1958 г., но затем с уменьшением чис-
ленности вредителя снизилась и частота встречаемости его пара-
зита. В настоящее время обнаружить эту болезнь в равнинных
лесах очень трудно. Болезнь проявляется на ложнощитовках вса-
дах и в палисадниках, хотя и не так широко. По-видимому, гриб
обычен во всей Европе, где его развитию благоприятствуют влаж-
ный климат. В тот период когда Каландра и Розсыпал [92] изуча-
ли эту болезнь в Моравии, в некоторых местностях до 92%' лож-
нощитовок было поражено грибом.
Заражение происходит весной па стадии личинок и во время
их второй линьки, когда «щиток» молодой самки еще пе затвер-
дел. Самцы заражаются грибом очень редко. В течение мая у за-
раженных особей окраска изменяется, «щитки», светлеют и из
буро-коричневых становятся желто-серыми. К этому времени в те-
ле насекомого уже образуется склероций. Позднее через «щиток»
прорастают мелкие стромы, до нескольких штук на одном «щит-
ке», достигающие в длину 3 мм. Ножка стромы около 0,3 мм тол-
щины, булавовидная часть 0,6 мм. Перитеции яйцевидной формы,
352
с коричнево-красной внутренней оболочкой, обычно высыхают
прежде чем созреют.
Вместе с С. clavulata на Eulecaniutn coryli паразитирует так-
же гриб из Deuteromycetes — Cephalosporium lecanii Zimm. Ос-
новываясь на данных о других видах рода Cordyceps, этот гриб,
ио-видимому, можно считать конидиальной, несовершенной ста-
дной С. clavulata. В некоторых работах несовершенной стадией
описываемого вида признается гриб Hirsutella lecaniicola Jaap.
Связи между этими формами изучены недостаточно.
Заражение ложнощитовок происходит, по-видимому, при их
контакте с инфекцией, имеющейся на коре деревьев, после чего
гриб проникает в насекомое и разрастается, заполняя его тело.
В отличие от спорадического проявления болезни, вызываемой
Cordyceps clavulata, болезнь, вызываемая грибом Cephalosporium
lecanii, проявляется очажками, в которых инфекция переходит с
одной особи на другую, при этом Cordyceps сопутствует. «Щиток»
зараженного насекомого также желтеет, в теле ложнощитовки
развивается войлочный слой из нитей гриба 6—8 мк толщины и
20 30 мк длины [92]. Тонкие плодоносные тяжи (синнемы) вы-
растают из-под «щитка» и образуют вокруг него на коре дерева
белый складчатый ободок. Плодоносящие тяжи и споры покры-
вают смстанпо-желтым налетом края «щитка», а иногда и часть
его поверхности. Конидиеносцы вырастают по окружности из
главного тяжа, от которого они у основания отделены перегород-
кой. Они одноклеточные, длиной 10—20, редко 26 мк и толщиной
2,2 -2,5 мк. Конидии образуются поодиночке; вновь образующаяся
конидия оттесняет в сторону созревшую. Конидии соединены сли-
зистым веществом в клубочки диаметром 10—12 мк, содержащие
Рис. 30. Cephalosporium lecanii:
а плодоносные головки со спорами; б — гифы в ложно-
щитовке.
23 Я. Вейзер
353
разное количество удлиненно-эллиптических спор размером 1,5—
1,8X3,6—4 мк, иногда более широких и коротких. Каландра и
Розсыпал [92] обнаружили в природе и на культурах гриба ветвя-
щиеся конидиеносцы. В опытах с искусственным заражением бы-
строе распространение гриба наблюдалось там, где была обеспече-
на достаточно высокая влажность. В засушливых условиях опы-
ливание деревьев спорами гриба не дало удовлетворительных ре-
зультатов.
Из других представителей рода Cordyceps следует упомянуть
С. gracilis Durieu, поражающего гусениц и куколок бабочек [42],
и С. entomocida Disks, заражающего личинок жужелиц [154].
Hirsutella gigantea Petch
О бесполых формах грибов рода Hirsutella в литературе ма-
ло сведений, поэтому большую ценность представляет работа Мак-
Леода, изучавшего в Канаде Н. gigantea Petch, изолированного
из гусениц Choristoneura fumiferana Clemens [116—117]. В пора-
женных гусеницах гриб образует псевдосклероций, из которого
выходит несколько тяжей (синнем), состоящих из пучков гиф,
разделенных перегородками на короткие одноклеточные отрезки и
сужающихся к вершине. Из этих тяжей вырастают спорогенные
клетки, расширенные у основания, и образуются длинные, тонкие
стеригмы. Споры на их концах продолговатые до веретеновидных,
одноклеточные, бесцветные, отделяются поодиночке или небольши-
ми скоплениями в капельке слизи. Колонии гриба в культуре на
среде Сабуро кожистые, вначале белые, затем желтые до красно-
ватых. Помимо заостренных к концу тяжей, из зараженных гусе-
ниц вырастают булавовидные тяжи, пучки гифальных нитей, ко-
торые стерильны и не развиваются на искусственных питательных
средах. На гусеницах они также спорулируют лишь в исключи-
тельно редких случаях.
Культивируя этот несовершенный гриб на жидких синтетиче-
ских средах с добавлением различных источников азота, Мак-Ле-
од [116] установил, что для успешного его размножения необходи-
мо вносить инокулят в дозах 0,2—0,4 мг сухой массы гиф на50 мл
питательной среды. Для удаления из основной культуры слизис-
тых веществ, полисахаридов, образовавшихся в процессе фермен-
тации, Мак-Леод добавлял в культуру физиологический раствор
и центрифугировал массу гиф, предназначенных для инокуляции.
Затем эта масса гиф разбивалась в электрическом миксере допо-
лучения гомогенного инокулюма. Количество грибных клеток на
единицу инокулюма не определялось. При внесении 0,2 мг сухого
инокулюма на 50 мл был получен максимальный выход —
673,4 мг сухого мицелия со 100 мл питательной среды, содержав-
шей 1,5% дрожжевого экстракта и 2%' глюкозы. При оптималь-
ных условиях гриб образует в жидкой среде чечевицеобразные
колонии с обильной слизью, от которых лучами отходят нити мице-
354
лия. Образование в культуре пены наблюдалось лишь в некото-
рых случаях при образовании грибом большого количества поли-
сахаридов. Изучение источников азотного питания гриба показа-
ло, что основными «поставщиками» органического азота были:
/-глютаминовая кислота; /-тирозин, тартрат аммония; d/-acnapa-
гиновая кислота; /-пролин; Z-аргинин; /-лейцин; г//-аланин; dl-ce-
рнн н <//-гнстидин. .D-формы использованных веществ снижали вы-
ход. С инокулюмом, выращенным на питательной среде с дрож-
жевым экстрактом и декстрозой, вносились в культуру также ми-
кроэлементы; таким образом, дальнейшее ее развитие зависело от
количества внесенного инокулюма. Установлено также, что гидро-
лизат казеина был значительно более эффективным источником
азота, нежели отдельные чистые аминокислоты.
Синнемы образовывались только на твердых средах. Для их по-
лучения в жидкой синтетической среде необходимо добавлять не-
которые источники азота. Эффективным средством были также
техническая глюкоза, /-фракция из экстракта печени и автолизат
дрожжей. Свет также способствовал образованию синнем. Слож-
ность условий, которые приводят к образованию синнем, свиде-
тельствует о том, что необходимо последовательно применять
влияющие факторы в течение всего периода развития колоний гри-
ба fl 12]. Попытки разработать глубинный метод массового произ-
водства этого лггомопатогенпого гриба успехом не увенчались.
Из других видов р. Hirsutella следует указать Н. subulata
Petch, который поражает гусениц яблонной плодожорки, Н. Bes-
se Fish., выделенного из щитовок на цитрусовых культурах, и
Н. thompsoni— из клещей, вредящих цитрусовым [53]. Выяснение
связи между родами Hirsutella и Cordyceps, как уже упомина-
лось, нуждается в дальнейших детальных исследованиях.
LABOULBENIALES THAXTER
Виды грибов, которые объединены Текстером [210—214] и дру-
гими исследователями в этот порядок, это эпифиты насеко-
мых, растущие на поверхности их тела и проникающие тонкими
нитями внутрь. Эти нити служат средством прикрепления гриба
к телу насекомого, но не настоящими гаусториями. Эти грибы
размножаются на своих хозяевах, но не повреждают их, остава-
ясь постоянно на определенном участке поверхности их тела.
Грибы образуют короткие гифы из нескольких клеток, на которых
развивается веретеновидный или яйцеобразный оогоний с палоч-
ковидной трихогиной. На некоторых ответвлениях гиф вырастают
образования соответствующие антеридиям. Внутри оогония фор-
мируются двуядерные сумки, в которых развивается 8 аскоспор,
покрытых липкой пленкой.
По приблизительной оценке этот порядок объединяет несколь-
ко тысяч видов грибов. Место локализации грибов на хозяевах
весьма различно, они растут на ногах, на голове и на всех сег-
23*
355
ментах тела насекомых. Чаще всего развиваются на жуках, но
растут также на Diptera, Neuroptera, Orthoptera, Isoptera и Hy-
menoptera. Некоторые виды живут на клещах. Из Чехословакии
известны виды Laboulbenia vulgaris Peyr., L. rougetti Rob., L. rne-
lanaria Thax. [47] и Rickia berlesiana Bacc. [166].
DEUTEROMYCETES
В этот обширный класс входят виды грибов, которые, по наше-
му мнению, являются бесполыми стадиями еще неизвестных по-
ловых форм грибов. Предполагается, что подавляющее большинст-
во дейтеромицетов относится к сумчатым грибам. Мы уже упо-
минали в ряде примеров о взаимосвязях этих грибов, однако
лишь в небольшом числе случаев была доказана путем культиви-
рования связь одного вида несовершенного гриба с другим ви-
дом совершенного. Несмотря на это, один положительный резуль-
тат достаточен для доказательства правильности высказанного
положения, в то время как многие безрезультатные опыты его не
опровергают. Многие виды грибов этого класса имеют органы
размножения. Такими органами являются конидии, образующиеся
на конидиеносцах, вырастающих из мицелия. Шаровидные или
яйцеобразные конидии очень устойчивы к внешним воздействиям
и способны заражать хозяина. Некоторые виды образуют в теле хо-
зяина гифальные тельца, которые могут быть аналогами хлами-
доспор или покоящихся спор и азигоспор энтомофторовых грибов.
В иных случаях из проросших конидий или гиф в теле хозяина
образуются вторичные конидии. В связи с тем, что описания ро-
дов Cephalosporium, Meiarrhizium, Hirsutella даны ранее, здесь
приводятся данные, относящиеся к родам Melanosella, Spicaria,
Beauveria и Sorosporella.
Melanosella Orosi-Pai [146]
Фиг [60] первый обратил внимание на болезнь яичников пче-
линой матки, которая постепенно приводит к ее бесплодию. При
вскрытии больных маток в их овариолах видны черные участки.
Болезнь изучали Ороши-Пал [146] и Ритирж и установили, что бо-
лезнь поражает в первую очередь эпителиальные ткани яичника,
яйцеводов, ядовитую железу и прямую кишку, оставляя нетрону-
тыми яички и питающие клетки. Поражения грибом яйцевых тру-
бочек и эпителия перечисленных органов достаточно для того,
чтобы плодовитость маток была резко снижена и откладка ими
яиц фактически прекращалась.
Возбудителя этой болезни Ороши-Пал отнес к Deuteromycetes
и назвал его Melanosella mors-apis. Этот гриб, по-видимому, бли-
зок к роду Dematis. В тканях тела пчелы разрастаются длинные,
вначале желтоватые, а затем бурые гифы. Помимо гиф, в теле
можно обнаружить темно-бурые яйцевидные ахламидоспоры,
356
Рис. 31. Меланоз
яичников пчелиной
матки. Черные ме-
ста — ЗЯПЯЖР1Ь
ные грибом Mela-
п osella mors-a pis.
Рис. 32. Ascosphaera apis (Pericystis apis).
Л — сумки гриба на поверхности тела, зараженной личинки
пчелы; Б — соединение двух гиф, из которого вырастает сум-
ка В; Г — разрыв сумки; высвобождаются многочисленные ша-
ровидные группы спор (Д), которые содержат большое коли-
чество палочковидных спор (Е), прорастающих в кишечнике
зараженной личинки пчелы.
обычно одноклеточные, иногда двух-, трехклеточные. Дрожжевид-
ные, яйцеобразные формы гриба имеют размеры 2,5—3,5Х 1,2—
2 мк. Хламидоспоры с толстой бурой внешней оболочкой, разме-
ром 2,8—4,8X1,6—2,8 мк [60], прорастают в воде или на пита-
тельной среде, и из них вырастают гифы. Некоторые исследова-
тели применяли для культивирования гриба агар с отваром чер-
нослива (250 г чернослива вываривают в 1 л дистиллированной
воды). Выделенный в культуру гриб растет также на других ис-
кусственных питательных средах и на ломтиках картофеля.
В культуре образуется бурый нарост с краями неправильной фор-
мы, в котором хорошо заметны разрастающиеся гифы. Колонии
гриба умеренно выпуклые и легко целиком отделяются от пита-
тельной среды.
В тканях хозяина гриб образует сферические или бесформен-
ные черные цисты, часто без какой-либо структуры, как центры
атретизации. Фиг [60] заражал пчелиную матку, скармливая ей с
пищей споры гриба, и болезнь проявлялась в тех органах, в ко-
торых она проявляется и при естественном заболевании. Ороши-
Пал вводил споры, полученные в культуре гриба, в гемолимфу
матки, рабочих пчел и трутней и в итоге наблюдал их общее за-
ражение. При инъекции спор во влагалище матки возникало мест-
ное заражение. Эти данные позволяют сделать вывод, что перо-
357
ральное введение гриба не вызывает септицемии, если паразит не
проник в гемолимфу.
Гонтарский [67] обнаружил Melanosella и у рабочих пчел в гло-
точных железах. Болезнь в исследованном случае вызвала гибель
примерно 15% пчел.
Spicaria Harz
Некоторые виды грибов этого рода — сапрофиты, живущие на
коре деревьев. Три вида — энтомопатогспные грибы, заражающие
разные виды насекомых. Морфологически этот род отличается
разветвленными гифами, образующими войлочный мицелий. Из
гиф вырастают прямые конидиеносцы с мутовками фиалид — эле-
ментарных конидиеносных клеток (рис. 33). На конце каждой фи-
алиды вырастает цепочка конидий.
Некоторые виды грибов этого рода распространены во всем
мире, в различных областях имеются их местные штаммы, отлича-
ющиеся друг от друга по адаптации к температуре, влажности и
другим условиям среды.
Spicaria farinosa Dicks, образует на насекомых и в культуре
белый до желтоватого нарост, на котором через 10—-14 дней появ-
ляются пушистые участки плодоносных нитей и на них мутовки,
кисточки фиалид. Из колбовидной фиалиды вырастает короткая
цепочка сферических чисто белых спор размером 2—2,5X1,5—
2 мк. На старых культурах через 3—5 недель образуются интен-
сивно оранжевые коремии из густого сплетения нитей мицелия,
которые можно обнаружить также на насекомых, погибших в поч-
ве. Тонкие, сужающиеся и заостренные на конце нити, достигают
в длину 3 см и образуют па концах конидиеносцы с мутовчато
расположенными ответвлениями и фиалидами. Инфекция прони-
кает извне в тело насекомого через его покровы, при этом вырос-
Рис. 33. Spicaria farinosa.
а —гифы гриба; б — плодоносящие гифы иа поверхности тела насекомого; в — фиалкда;
г — плодоносящая гифа в культуре гриба; д—толстостенные гифальиые тельца.
358
шие из спор гифы растворяют кутикулу в месте проникновения.
В гемолимфе гифы делятся на короткие кусочки, распространяют-
ся по телу хозяина и вырастают в эндосклероции, которыми об-
растает также поверхность тела пораженной особи. Инкубацион-
ный период гриба обычно длится 16—20 дней, в зависимости от
влажности среды и устойчивости хозяина.
Spicaria относится к числу грибов, растущих на агаре, содер-
жащем сусло. Кернер [98] культивировала S. farinosa на такой
среде и на солодовом агаре. На обеих этих средах наблюдался
оптимальный рост колоний и образовывались коремии. Среды Ча-
пека, Сабуро и морковный и картофельный агар дают худший ре-
зультат. Образование конидий усиливается при добавлении крах-
мала или глицерина.
Споры гриба прорастают при температуре от 3,2 до 27° С, оп-
тимум лежит у верхней границы (17—27° С). При температуре
выше 27° С мицелий не образуется. Оптимальный pH питательной
среды, содержащей сусло = 6; в средах с pH 5,5 до 8,5 прораста-
ние спор длится до 2 дней, при pH 4,5—5 до 3 дней.
Опыты Кернер по производству спорового материала показа-
ли, что спорообразованию способствует повышение содержания в
среде крахмала или глицерина, и, наоборот, повышение содержа-
ния солодового экстракта снижает выход спор (450 мг спор на
сосуд при 900 мг в контроле). Споры, собранные с поверхности
культуры, после высушивания над пятиокисыо фосфора теряли
60—90%' воды (ио весу), но сохраняли жизнеспособность. Дли-
тельное культивирование гриба иа искусственных средах снижает
его вирулентность и замедляет развитие болезни в хозяине. Вос-
становление вирулентности и повышение эффективности гриба
достигаются путем нового его выделения из зараженных насеко-
мых; при этом сокращается инкубационный период возбудителя с
3 педель до одной (проверено на сосновой пяденице, Bupalus pi-
niaritis). Продолжительность инкубационного периода гриба за-
висит также от хозяина. В монашенке LD50 равно 8 дням, в непар-
ном шелкопряде — 4- 7 дням, а в сосновой пяденице — 3 дням.
Опыты с искусственным заражением показали, так же каки
в других случаях, что применение биопрепарата для опыливания
более эффективно, чем опрыскивание. Опрыскивание и опылива-
ние в природных условиях суспензией препарата с содержанием
103—109 спор в 1 мл вызывали 100%-ную смертность гусениц мо-
нашенки и сосновой пяденицы. Установлено, что повышение дозы
препарата мало влияло на инкубационный период возбудителя.
Гусеницы сосновой пяденицы первых возрастов более воспри-
имчивы к болезни. Полевые опыты с использованием этого гриба
были относительно мало эффективными, потому что ббльшая
часть биопрепарата после обработки смывалась дождем и иноку-
люм погибал под воздействием солнечных лучей.
Зараженность коконов краснохвоста (Dasychira pudibunda L.)
в природных условиях достигала 6—32%', причем частота зара-
359
жения насекомых грибом повышалась со спадом градации в
1954—1955 гг. Вада применял S. farinosa против зимующей ста-
дии, рисовой огневки (Chilo suppressalis); при этом развитию бо-
лезни способствовала влажная рисовая солома, служившая укры-
тием для вредителя [229]. Этот же гриб вызвал гибель Rhizoecus
hondonis через 11 месяцев, причем эффективность паразита сни-
жалась в засушливый период. Моримото [130] культивировал этот
гриб на куколках шелковичного червя, стерилизованных паром
после размотки коконов. Зараженных куколок вносили в почву
под цитрусовые деревья, заселенные Rhizoecus. Spicaria farinosa
var. verticilloides отличается от предыдущего вида более вытяну-
тыми фиалидами с конидиями размером 3—4X2—2,5 мк. С этим
возбудителем работал Мюллер-Коглер [135 -136] и при лаборатор-
ном заражении сосновой огневки установил высокую смертность.
Spicaria fumosorosca Wize отличается от предыдущего вида
розовым цветом колоний. В культуре часто образует коремии и ро-
зовые конидии размером 3—4X2—2,5 мк, развивается как пара-
зит в личинках пилильщиков [47] и на других насекомых в почве
(например, по данным Розсыпала [159], на обычном свекловичном
долгоносике).
Гифы гриба в теле хозяина сильно разветвлены, основные гифы
состоят из клеток 10—15 мк длины и 3,5—4 мк толщины. У пере-
городок гифы несколько сужены. Боковые ответвления конидие-
носных гиф прорастают субстрат, они образуются на основных
гифах, на вершинном конце клетки возле перегородки и состоят
из удлиненных булавовидных клеток. Подобные по строению нити
мицелия образуются и на поверхности тела хозяина. Плодоносные
гифы гриба ветвятся по типу грибов сем. Verticiliaceae, боковые
ответвления плодоносной осевой нити укороченные и вырастают
по два и более на верхнем конце клетки. На этих ответвлениях
аналогичным образом вырастают булавовидные фиалиды, и на
их концах образуются цепочки спор. Иногда укороченные ответв-
ления заканчиваются утолщенной споровой оболочкой, и тогда об-
разуется хламидоспора в форме гифального тельца. На искусст-
венных средах гифы более тонкие, их ветвление менее обильной
плодоносные части нежнее: конидии в длинных цепочках из 35 и
более. Анаэробные условия роста культуры приводят к образо-
ванию гиф с утолщенной оболочкой, какими в теле насекомых
являются склероции. Для образования спор необходимы доступ
кислорода и пониженная влажность. В воде прорастает 15—20%
спор в зависимости от их происхождения и возраста, при прора-
стании споры открываются на обоих полюсах. Гриб растет на
большинстве микологических сред, хорошо растет на агаровой
среде, содержащей сусло, на сыворотке, солодовом агаре и т. п.
Массовое размножение гриба возможно на резаном картофеле
или свекле.
Секугучи использовал S. fumosorosea в борьбе с Carpasina
nipponensis. Действие гриба проявилось через 3 года после приме-
360
нения в снижении числа вылетающих бабочек. В опытах этого
автора при полной темноте не происходило образования конидий
в культуре гриба. Оптимальная для культуры этого вида темпе-
ратура 20—35° С, при 5° С гриб не развивается, хотя и переносит
температуру —23° С. В качестве питательной среды Секугучи ис-
пользовал соевый жмых. Учитывая, что 0,5—1,0%-ный раствор
CuSO4 • 5Н2О не вредит росту гриба, Секугучи добавлял непосред-
ственно в питательную среду 0,5%-ный раствор медного купоро-
са, что освобождало его от необходимости стерилизации.
S. aphodii Vuill. не образует в культуре коремиев, имеет уд-
линенные споры размером 3,5—4X1,5—2 мк. Поражает разные ви-
ды жуков и клопов. Об инфекционных свойствах этого гриба пет
сведений.
Вся группа грибов рода Spicaria нуждается в выявлении но-
вых штаммов, их проверке и сравнении, так как это сделано
Мак-Леодом для грибов рода Beauveria. Отмеченные разными ав-
торами различия в величине спор, в форме нитей мицелия, обра-
зовании коремиев и цвете конидий нуждаются в более детальном
изучении.
Beauveria Vuillemin [228]
Грибы этого рода являются возбудителями микозных болезней
насекомых, известных обычно под названием «мюскардина». При
этом под белой мюскардипой понимались болезни, вызываемые
видами рода Beauveria, под зеленой мюскардиной — видами ро-
да Metarrhyzium и под красной мюскардиной — видами рода So-
rosporella.
Болезнь, вызываемую грибами из рода Spicaria, обычно назы-
вают желтой мюскардиной. В общем эти названия означают бо-
лезнь, при которой тело хозяина отвердевает, не деформируется
и бывает заполнено тесным сплетением гиф. Первоначально это
название относилось только к белой мюскардине шелковичного
червя.
Как упоминалось в ведении, болезнь, вызываемая Beauveria,
была одной из первых изученных болезней насекомых. Длительное
время исследователи не знали, следует ли считать грибы рода
Beauveria факультативно патогенными, заражающими и убива-
ющими ослабленных иными влияниями или даже уже погибающих
насекомых или же настоящими агрессивными паразитами. Только
путем прямых опытов можно было решить этот вопрос. Эта ра-
бота впервые была выполнена Виттадини [226], который культиви-
ровал гриб на жидкой питательной среде и полученными спора-
ми заражал насекомых. Виттадини наблюдал и описал, помимо
наружных шаровидных конидий, также цилиндрические и яйце-
видные конидии, образующиеся внутри тела хозяина, о которых
упоминал и Одуэн [1]. Виттадини убедительно доказал, что в
лабораторных условиях возможность заражения насекомых гри-
361
бом Beauveria bassiana — вопрос дозы спор и что этим грибом
действительно можно вызвать болезнь насекомых. В последующие
годы успешно развивалась систематика этих грибов, изучались их
развитие и морфология различных стадий. К числу первых иссле-
дователей, которые пытались использовать В. bassiana в прак-
тике, принадлежит Тангль, который в 1892 г. проводил опылива-
ние растений порошком из размноженных спор гриба для унич-
тожения гусениц непарного шелкопряда, но результат не был
удовлетворительным. Однако попытки Форбса [55] и Сноу [182]
применить В. densa в борьбе с клопом Blissus leucopterus были
успешными. На основе результатов работ этих авторов при Кан-
засском университете была организована опытная лаборатория по
размножению и применению гриба. В то время считали, что ши-
рокая эпизоотия должна возникать сразу же. после внесения гриб-
ной инфекции, но этого пе произошло, и проведенные мероприятия
были расценены как неудовлетворительные и под влиянием кри-
тики Биллингса и Гленна [17] были прекращены. Однако вновь
и вновь появлялась информация об эффективности гриба в отно-
шении разных видов насекомых при непосредственном опылива-
нии их спорами или при внесении спор гриба в почву. Было ус-
тановлено, что разные условия обитания, вирулентность возбуди-
теля, разные виды насекомых-хозяев обладают своей специфич-
ностью и для заражения грибом требуются в каждом случае
особые условия. Следующий вклад в эту работу внес Теленга [206,
207], который использовал для опыливания споры гриба вместе
с сильно заниженными, нелетальными дозами инсектицидов для
повышения эффективности препарата в полевых условиях. Для
обеспечения биоматериала Теленга разработал метод массового
размножения гриба па твердой среде — прорастающих зернах ку-
курузы. Первые опыты глубинного культивирования гриба Beau-
veria (Tritirachium) brutnpti были проведены Маржаном [121] в
колбах на качалке, однако в дальнейшем он прекратил эти ис-
следования. В последние годы был разработан метод глубинного
культивирования гриба В. bassiana в больших чанах в промыш-
ленных масштабах [167, 168] для массового производства бласто-
спор гриба яйцевидных конидий, нормально развивающихся вну-
три тела хозяина в количестве 800 кг за один цикл. Такое
количество материала достаточно для проведения крупномасштаб-
ных полевых испытаний.
Развитие болезни в хозяине. Насекомые заражаются кониди-
ями В. bassiana, которые прорастают на поверхности кутикулы и
после короткого периода ростковая трубка внедряется вертикаль-
но в хитиновый покров насекомого и проникает в полость его те-
ла. Этот "процесс развития гриба начинается через 10 часов после
распыливания спор и может продолжаться несколько дней. В ме-
сте проникновения в кутикулу относительно больших пучков гиф
образуется черное пятно неправильной формы с концентрически-
ми кругами в результате реакции фенолоксидазы на поступающий
362
извне воздух. Гифы гриба, проник-
шие в тело насекомого и достигшие
определенного размера, отделяются
от первичной ростовой трубки, ко-
торая остается в кожном покрове
и постепенно отмирает. Гифальные
тельца, образовавшиеся путем де-
ления из гиф, проникших в тело
насекомого, вначале очень короткие,
имеющие форму дрожжевых гри-
бов. Они плавают в гемолимфе и
разносятся ею по всему телу, где
их повсюду «атакуют» лимфоциты,
которые захватывают гифальные
тельца, но при этом сами погибают.
Таким путем гриб постепенно уни-
Рис. 34. Beauveria bassiana:
а — эндоконидии отделяющиеся в теле
хозяина; б, а —разные типы гиф из
зараженных хозяев; в — воздушные
конидии.
чтожает все новые и новые лимфоциты, и этот процесс не могут
остановить даже мегалоциты («гигантские клетки», возникающие
при слиянии большого числа лимфоцитов в шаровидные сгустки).
В окружении лимфоцитов погибает некоторое количество гифаль-
ных телец, но процесс размножения тиф опережает процесс их по-
глощения лимфоцитами. Количество лимфоцитов и мегалоцитов
под влиянием инфекции не увеличивается. В процессе роста гифы
потребляют питательные вещества из гемолимфы и выделяют в нее
метаболиты и протеазы. Движение лимфы прекращается, жировое
тело все более и более резорбируется, пока от пего не остаются толь-
ко скопления клеточных оболочек. Кишечник обычно длительное
время не поражается. К моменту, когда гриб уничтожит лимфо-
циты, насекомое погибает. В погибшей особи образуются более
длинные гифы, которые постепенно заполняют тело хозяина. На
этих гифах образуются цилиндрические конидии, отличающиеся
от гиф дрожжевых грибов (которые можно обнаружить в гемо-
лимфе в начальный период инфекции) происхождением и формой.
На плодоносных ответвлениях гиф вырастают в разные стороны
по две и более конидий, сидящих па короткой ножке. Цилиндри-
ческие конидии, или, как их можно называть, эпдокопидии (бла-
стоспоры), обычно 7 мк длиной и 2—3 мк в диаметре. Их содер-
жимое довольно густое, зеленоватого цвета. Оболочка эндоконидий
такой же толщины, как и оболочка гиф, выполняющих совер-
шенно такие же функции, как и конидии, на что указывал еще
Виттадини [226]. Короткие гифы, образующиеся в начале разви-
тия болезни 7—18 мк длины и 3 мк толщины, часто булавовидные,
изогнутые. Эндоконидии недолго остаются без развития в теле
хозяина, они прорастают в гемолимфе, и из них вырастают новые
гифы, которые после определенного роста вновь образуют эндо-
конидии. Нарастающая масса гиф заполняет тело хозяина, не де-
формируя его покров, и труп насекомого вначале имеет внутри
консистенцию творога, затем уплотняется и наконец затвердева-
363
ет и даже «каменеет». После этого при наличии влаги гифы про-
растают на поверхность тела насекомого. Внутренность тела пре-
образуется в склероций, у которого по мере высыхания и созревания
утолщается оболочка, плазма густеет, и он приобретает сине-
ватую или зеленоватую окраску. На поверхности мумифициро-
ванного тела образуется мицелий, на котором развиваются воз-
душные конидии, их форма и расположение неодинаковы у разных
видов грибов.
Заражение насекомых происходит пе только через поверхност-
ную кутикулу, но также через дыхальца и кишечник, если при про-
ходе через последний спора задержится па длительное время в
каком-либо его отделе, хотя доказать возможность заражения че-
рез кишечник очень трудно. По-видимому, оно возможно лишь у
взрослых особей. Инфекционными стадиями гриба являются толь-
ко воздушные конидии и цилиндрические эндоконидии. Сами гифы
неспособны прорастать через кутикулу; по-видимому, они не вы-
деляют хитиназу, размягчающую и растворяющую хитин в такой
мере, как ростковая трубка споры, проходящая сквозь хитин
внутрь тела.
Виды рода Beauveria. В течение ряда лет из насекомых было
выделено и описано более 14 видов грибов этого рода, различаю-
щихся по характеру грибницы, вырастающей на насекомых и на
искусственных питательных средах. Мак-Леод [114] детально изу-
чил эту группу видов и объединил их в два рода Beauveria bas-
siana и В. tenella. На основе этих исследований диагностические
признаки рода Beauveria можно свести к следующим. Это грибы
с мягким, ветвящимся, разделенным перегородками мицелием,
сомкнутым или войлочным, с выростами или коремиями. Поверх-
ность его белого до кремового цвета с примесью красного, оран-
жевого, иногда и зеленого. Па питательных средах выделяет жел-
тый, красноватый или синеватый пигмент. Конидиеносцы одиноч-
ные или разветвленные, удлиненный, цилиндрические или колбо-
видные, различной длины. С боков или на вершине имеют вези-
кулы, которые образуют спорогенные клетки. Спорогенные клетки,
фиалиды,— сферические, булавовидные, конусовидные, цилиндри-
ческие, прямые или изогнутые. Спора несет нитевидный отросток
спорогенной клетки, изогнутый вокруг оси винтообразно-дихото-
мически. Конидии базифугальные. Спорогенные клетки образуют
клубочковидные скопления на мицелии и копидиеносцах.
В. bassiana Balsamo образует гифы толщиной 3—5 мк, про-
зрачные, с перегородками. Конидиеносцы простые или разветвлен-
ные, цилиндрические до колбовцдпых, размером от 2,5—5,5Х
X 1,5—2,5 мк до 15,5—25,5x1,5—3 мк. Везикулы шарообразные,
диаметром 1,5—5 мк, в среднем 2,5 мк. Спорогенные клетки в
большинстве шаровидные, диаметром 1,5—3 мк, иногда цилинд-
рические, размером 7-—10X1—2 мк. Колбообразные клетки имеют
размеры 7,5—15X1—3 мк. Споры шаровидные (диаметром
1—4 мк) до яйцевидных (1,5—5,5X1—3 мк). Полностью развив-
364
шийся гриб образует плотные скопления спор, конидиеносцев и
гиф. К этому виду Мак-Леод относит следующие ранее описан-
ные виды: В. stephanoderis Bally, В. laxa Petch, В. globulifera
Sper., В. acridiorum Brong., В. delacroixi Saccardo, B. vexans
Pettit, B. effusa Beauv. и В. doryphorae Poisson.
Мак-Леод в своем описании не упоминает об эндоконидиях
(бластоспорах), по существу не отделяя их от нормальных спор.
Хозяевами В. bassiana являются самые разные виды насеко-
мых, главным образом бабочки, пилильщики, жуки и клопы. В ис-
ключительных случаях он паразитирует на мухах и тлях.
В. tenella Delacr. отличается от предыдущего вида тем, что
гриб в культуре образует войлочную грибницу более плотной кон-
систенции и на агаре Сабуро выделяет винно-красный пигмент.
По морфологическим признакам отличается размером и формой
спор, в большинстве яйцевидных (2—6x1—4 мк) и лишь в иск-
лючительных случаях шаровидных (2,5—3 мк в диаметре). К это-
му виду Мак-Леод относит виды, описанные ранее под названи-
ями В. densa Link, В. brongniarti Sacc., В. shiotae Kurua и В. те-
lolonthae Sacc. Чаще всего этот гриб паразитирует на личинках
майского хруща. Исследования Мак-Леодом моноспоровых куль-
тур на одинаковых средах показали исключительную изменчивость
гриба, что дает основания вновь разделить этот вид. Однако в
практических целях следует на некоторое время сохранить старые
видовые названия для обозначения штаммов гриба, например
штамм globulifera, образующий ватообразный нарост на агаре с
суслом, штамм bassiana, образующий через 3 недели мучнистый
нарост, и т. д.
Выделение и культивирование В. bassiana. Для выделения гри-
ба в чистую культуру лучше всего использовать споры с поверх-
ности тела зараженных насекомых. После переноса спор на пи-
тательную среду они в течение суток прорастают в короткие, тон-
кие гифы и через неделю образуют белые ватообразные колонии.
На питательную среду можно выделить и мицелий из гемолимфы
зараженных особей до того, как мицелий появится на поверхно-
сти тела насекомого. Если для выделения гриба имеются лишь
особи, в которых развитие гриба не происходило из-за недостатка
влаги в трупе, необходимо такой материал поместить в закрытую
чашку Петри, кристаллизатор или иной сосуд на увлажненную
фильтровальную бумагу. Через несколько дней на поверхности
тела погибших насекомых появятся гифы, и через неделю образу-
ются конидии. Развитие гриба в культуре от посева до полной спо-
руляции продолжается обычно 3—5 недель при температуре
25° С. Для выделения гриба могут быть использованы самые
разные питательные среды. Мясопептонный агар, агар Сабуро,
агар с глюкозой или мальтозой (неопептон 1%’, глюкоза 4%, агар
15%; pH 5,6), агар с суслом (пивное сусло крепостью 7° по Бал-
лингу и 2%' агара), среда Чапек-Докс (сахароза 3%, NaNO3
0,2%, К2НРО4 0,1%', MgSO4 0,05%, КС1 0,05%, Fe2(SO4)3 0,001%,
365
агар 1,5%). Наряду с твердыми средами можно использовать
просто растворы компонентов без агара. Посев гриба при его вы-
делении лучше всего проводить в чашки Петри. Последующее вы-
деление в чистую культуру производится пересевом возбудителя
из отдельных образовавшихся в культуре колоний.
Шерффенберг применял для выделения агар с суслом и дру-
гие среды, поверхность которых смазывалась жиром, что предот-
вращало рост сапрофитных грибов, не прорастающих через плен-
ку жира. Из дешевых сред для массового размножения гриба ис-
пользуют субстраты, нарезанные на кусочки размером 1—2X1 см
или более мелкие частицы. Сырьем служат очищенный картофель,
морковь, столовая и сахарная свекла, различные органические ма-
териалы (разлагающиеся листья, навоз), наклюнувшиеся зерна
и т. п. Подготовленный для среды материал помещают в колбы
или нанизывают на деревянные палочки. Колбы заполняют средой
на 2/з объема, закрывают ватной пробкой и стерилизуют в тече-
ние 40 минут при 112° С в автоклаве. После охлаждения среду
инокулируют суспензией спор, смытых с культуры на косом ага-
ре стерильной водой (3—5 мл на пробирку). Суспензию разбрыз-
гивают специальным пульверизатором. При выделении моноспоро-
вых изолятов на агар с суслом споры высевают с помощью
пастеровской пипетки, в которую набирают разбавленную суспен-
зию спор и наносят на агар порции, содержащие одну спору. Пол-
ная споруляция культуры наступает через 18—25 дней.
Споры с культур на твердых средах собирают, счищая их ще-
точкой или отсасывая специальным аппаратом, просасывая воздух
через фильтровальную бумагу, которая задерживает споры. Споры
в массе представляют тонкий порошок, который при трении о
стенки сосуда электризуется. Имелись случаи взрыва споровых
порошков, вызванные проскочившей искрой [70]. Иногда для по-
лучения небольших количеств готового биопрепарата размалыва-
ют высушенный материал, содержащий среду и конидии гриба,
хотя высушивание материала приводит к значительной денатура-
ции спор. Сушку проводят током воздуха от вентилятора или руч-
ной сушилки для волос. Затем материал размалывают на кофей-
ных мельницах. Сушку можно ускорить добавлением к грубоиз-
мельченной культуре соответствующего наполнителя.
В материале, полученном от поверхностных культур гриба,
обычно содержится 80% примесей (остатки среды и гиф) и только
20%' спор, что необходимо учитывать при подготовке препарата
для производственного опыливания. Материал, полученный путем
размола культуры вместе со средой, нельзя разбавлять наполни-
телем больше чем 1 : 10.
Поверхностное культивирование требует сравнительно мно-
го времени; при 23—28° С споруляция заканчивается через 4 не-
дели. Более высокая температура ускоряет развитие культуры, но
высушивает питательную среду, что замедляет рост мицелия.
Промышленное разведение В. bassiana. При глубинном куль-
366
тивировании для практических целей используют эндоконидии, ко-
торые представляют обычный продукт гриба при таком методе
его разведения. Споры, внесенные в жидкую среду, прорастают,
образуются короткие гифы и на них яйцевидные эндоконидии со
свойствами, аналогичными свойствам воздушных конидий. При
встряхивании жидкой среды на качалке гифы не растут в длину,
а распадаются на короткие отрезки. Как уже упоминалось, пер-
вым глубинное культивирование гриба В. (Tritirachium) brumpti
изучал Маржан [121], однако он не сообщил подробных данных о
процессе развития гриба и о достигнутых им результатах.
Самшинякова [167, 168] разработала метод глубинного культи-
вирования В. bassiana. Ниже изложены основные моменты пред-
ложенной ею промышленной технологии. Через 6 часов после вне-
сения в питательную среду инокулюма — воздушных конидий,
взятых с косого агара — при культивировании на качалке, все
споры прорастают одной или двумя ростовыми нитями. В течение
24 часов происходит рост гиф в длину и их ветвление. Одновре-
менно на основной нити гифы или на ее ответвлениях появляются
эндоконидии яйцевидной формы. Процесс образования эндокони-
дий длится 16—24 часа. Через 48 часов уже можно наблюдать их
отделение от гиф, а остатки нитей мицелия постепенно делятся на
отрезки размером 7x2—3 мк, свободно плавающие в жидкой сре-
де, взбалтываемой на качалке. Количество цилиндрических эндо-
копидин в питательной жидкой среде возрастает и через 72 часа
с начала культивирования достигает более 700 спор на 1 мл. На
этом развитие культуры закапчивается. Для массового глубинного
культивирования этого гриба применяется метод, подобный опи-
санному ранее для производства Bacillus thuringiensis.
А. Используемый штамм гриба. Для производства биопрепара-
та следует использовать хорошо спорулирующий штамм гри-
ба, испытанный на основном вредителе, против которого
планируется применять препарат. В цитируемой работе ав-
тор использовал штамм, эффективный против колорадско-
го (картофельного) жука. Штамм । поддерживается в лабо-
ратории на агаре с суслом. После посева конидий стериль-
ной иглой на поверхность среды культуру переносят в тер-
мостат с температурой 25° С на 7 дней для последующего ее ро-
ста. Выросшую культуру можно хранить в течение нескольких
месяцев в холодильнике при 4° С. Перед использованием такого
материала для инокуляции его следует вынуть из холодильника
за несколько дней. Споры с хорошо спорулирующей культуры
смывают стерильной дистиллированной водой и полученную сус-
пензию используют как инокулюм.
В качестве инокулюма можно использовать также материал,
полученный в колбах с пивным суслом, при культивировании гри-
ба на качалке. Хороший инокулюм получается через 48 часов вы-
ращивания, когда в 1 мл среды образуется более 700 эндокони-
дий. Инокулюм вносят из расчета 1—2%' от объема инокулируе-
367
часы
Рис. 35. Нарастание массы Be-
auveria bassiana при глубин-
ном культивировании (мг/час
в 5 мл питательной среды).
мой среды. Предварительно следует
проверить численность эндоконидий в
инокулюме.
Б. Питательная среда. Для глубин-
ного культивирования больших коли-
честв гриба используют питательные
среды, содержащие 1—4%' крахмала,
1—4% глюкозы, 2%' кукурузного эк-
стракта, 0,1—0,5% поваренной соли и
0,02—0,2%' углекислого кальция
(СаСО3). Вместо пептона, применяемо-
го при лабораторном культивирова-
нии, в полупроизподственных условиях
используется кукурузный экстракт.
На указанной среде В. bassiana мож-
но культивировать глубинным мето-
дом как в больших, так и в малых
объемах. В начале культивирования
pH должно быть не ниже 6,5, в про-
цессе культивации этот показатель
постепенно снижается до 5,8. Процесс ферментации аналогичен
описанному для Bacillus thuringiensis.
В. Вспенивание среды. Образование пены при глубинном
культивировании происходит в течение первых часов после внесе-
ния инокулюма (период прорастания конидий), а затем вторично
через 40 часов. В качестве пеногасителя можно применять сое-
вое масло или силиконовые препараты (например, чехословацкий
препарат MSP).
Г. Процесс культивирования. В течение культивирования кон-
тролируют стерильность среды и чистоту культур путем посева
отбираемых проб на мясопептонный агар, а также определяют
темп накопления в среде мицелия гриба и эндоконидий. Если при
поверхностном культивировании первые споры появляются через
9 дней, при глубинном культивировании спорообразование проис-
ходит уже через 24 часа. Установлено, что оптимальное коли-
чество эндоконидий в жидкой среде содержится через 3 дня. При
более длительном культивировании количество спор хотя и воз-
растает, но часть их прорастает, образуется мицелий, масса кото-
рого позднее начинает превышать массу спор, и в конечном ито-
ге на 11-й день в культуре остаются лишь сгустки дегенерировав-
шего мицелия, без спор. Эндоконидии образуются на фиалидах,
вырастая из каждого обрывка нити мицелия. При глубинном кулы-
тивировании, сопровождающемся перемешиванием среды в чанах
большого объема, образование спор начинается уже через 12 ча-
сов и заканчивается через 72 часа.
Д. Отделение спор. Эндоконидии В. bassiana оседают быстрее,
чем бактерии. Их можно выделить из жидкости фильтрованием
или центрифугированием. Для фильтрования пригодны тонкие бу-
368
мажные фильтры или плотные ткани, которые быстро покрыва-
ются спорами и не дают сколько-либо значительных потерь про-
дукции. В лабораторных масштабах очень хорошо и удобно филь-
тровать биомассу в колбах Бюхнера с отсасыванием воздуха, за-
кладывая в воронку два бумажных фильтра. Так же быстро про-
изводится центрифугирование массы живого материала на скорост-
ных центрифугах «Шарплесс» производительностью 100 л/час.
Получаемая масса материала имеет творожистую консистенцию,
напоминает дрожжи и после высушивания с трудом поддается
тонкому размолу. Отделение эндоконидий завершается высушива-
нием разбрызгиваемой массы в струе воздуха, и при необходимо-
сти высушиваемый материал смешивают с наполнителем. Выход
сухих эндоконидий составляет 0,8—1,5%' от веса питательной сре-
ды. Концентрат, высушенный до постоянного веса, содержит в 1 г
около 109 спор. Для практического применения готовят 5%-ный
порошок, смешивая концентрат с тальком, осажденным мелом,
каолином или иным наполнителем. Для получения смачивающих-
ся порошков в препарат вводится около 5% эмульгатора. Сам-
шинякова [169] сообщала, что значительная часть спор, высушен-
ных при высоких температурах, так же как и хорошо высохших
спор, взятых из природы, при хранении в холодильнике довольно
быстро теряет способность к прорастанию (через 14 дней прора-
стает лишь 25—43%' спор). В связи с этим в настоящее время
изготавливается концентрат, имеющий консистенцию прессован-
ных дрожжей и содержащий примерно половину исходного ко-
личества спор (59 спор/г), который после 6 недель хранения при
нормальной комнатной температуре содержал 80% прорастающих
спор.
Сравнение эффективности и других свойств воздушных спор
и эндоконидий. Устойчивость обоих типов спор к высыханию, по-
вышенным температурам, лиофилизации и их инфекционность для
насекомых практически одинаковы. Споры переносят при высуши-
вании с распиливанием температуру 150°С на распиливаю-
щей форсунке, однако через педелю споры теряют воду и поги-
бают. Эндоконидии, так же как и воздушные споры, не смачива-
ются водой, хорошо пристают к поверхности хитинового покрова
насекомых, при прорастании так же хорошо растворяют кутикулу
и их ростковые трубки проникают в тело хозяина.
Жизнеспособность спор. Упоминавшееся ранее затруднение,
связанное с утратой у высушенных спор способности к прораста-
нию, указывает на одну из важных проблем их использования.
Мюллер-Кеглер [140] указал на противоречивость мнений о влия-
нии внешних факторов на споры. Во многих случаях споры, полу-
ченные с культур на агаровых или растительных твердых средах,
полностью утрачивали жизнеспособность уже через 2—3 месяца.
К тому времени, когда культура гриба вступает в фазу максималь-
ного спорообразования, первые появившиеся споры часто оказы-
ваются уже погибшими.
24 Я. Вейзер
369
Имеющиеся данные о длительном сохранении спорами способ-
ности к прорастанию основываются на наблюдениях о сохранении
инфекционности споровой массой, без учета процента сохранив-
шихся в ней жизнеспособных спор. Для определения способности
спор к прорастанию Мюллер-Кеглер рекомендует посев спор на
агар с суслом, разлитый на предметные стекла. После затвердения
агара на него иглой наносится суспензия спор в стерильной воде.
Для того чтобы не нарушалась поверхность питательной среды,
используется 3%-ный агар. Концентрация спор в суспензии долж-
на быть такой, чтобы на стекле можно было различать отдельные
споры. Через 24, 48 и 72 часа содержания спор па стеклах в сте-
рильных чашках Петри при температуре 20° С препараты окра-
шивают метиленовой синей, нанося 0,1%-иый раствор красителя
по каплям, и подсчитывают количество проросших спор по окра-
сившимся ростковым трубкам.
Пользуясь этим методом, получали следующие данные: воз-
душные споры с культуры на горохе — через 10 дней проросло
1,8% спор [140]; воздушные споры с культуры на горохе — через
75 дней проросло 0,39%' спор; эндоконидии, высушенные теплым
воздухом,— через 14 дней проросло 25—43% спор [169]; эндоко-
нидии лиофилизированные — через 7 дней проросло 56%’ спор; эн-
доконидии отжатые — через 7 дней проросло 92% спор; эндокони-
дии отжатые — через 14 дней проросло 91,9%' спор; эндоконидии
отжатые — через 4 недели проросло 80,6% спор; эндоконидии от-
жатые— через 6 недель проросло 80%’ спор.
Из приведенных данных следует, что эндоконидии равноцен-
ны воздушным спорам и что большое значение для сохранения
жизнеспособности спор имеют методы их обработки.
В. bassiana не выделяет в питательную среду каких-либо ток-
синов пли метаболитов, которые вредят насекомым при перораль-
ном введении с кормом. Анализ аминокислот В. bassiana, прове-
денный Самшиняковой и Ульманом [171], показал наличие аспара-
гиновой и глютаминовой кислот, серина, глицина, треонина, глю-
тамина, аспарагина, гистидина, лизина, аргинина, тирозина, мети-
онина, фенилаланина, лейцина, пролина, оксипролина и производ-
ных цистеина.
Оценка эффективности спорового материала (помимо опреде-
ления жизнеспособности спор путем их проращивания на агаре)
производится путем искусственного заражения насекомых. В ка-
честве тест-объекта следует в первую очередь использовать вре-
дителя, против которого намечено применять препарат. В качестве
обычного лабораторного тест-объекта можно использовать гу-
сениц 3-го и 4-го возраста большой вощинной моли, а также гу-
сениц других бабочек (Carpocapsa, Pyrausta, Lymantria, Euproc-
tis). Обработка тест-объекта производится погружением гусениц,
помещенных в небольшой мешочек из металлической сетки в сус-
пензию спор, или опыливанием гусениц препаратом под колпа-
ками Ланга-Вельте (см. раздел о Bacillus thuringiensis).
370
Рис. 36. Прорастание спор В. bassi-
ana, полученных при глубинном
культивировании (в % от общего
числа спор после месячного хране-
ния в холодильнике).
Рис. 37. Смертность гусениц 3-го
возраста большой вощинной моли
после опыливания препаратом, со-
держащим 5%, 1%, 0,1%, 0,01%
спор В. bassiana.
При погружении гусениц выдерживают под поверхностью сус-
пензии 1—3 секунды, затем вынимают из сетки и переносят в чаш-
ки Петри с увлажненной фильтровальной бумагой и небольшим
количеством пищи.
Суспензию готовят, применяя концентрацию спор с учетом ра-
нее проведенных испытаний. В суспензиях с неизвестной концен-
трацией спор ее определяют путем сравнения со стандартом. На-
веску порошковидного препарата распыляют над гусеницами в
открытых чашках Петри, куда также кладут небольшое количест-
во пищи.
Для получения должного эффекта в полевых условиях препа-
рат следует применять в концентрации 0,5—5,0%, в зависимости
от характера растительного покрова и особенностей вредителя,
с -которым проводится борьба. В этих концентрациях споры
В. bassiana совершенно безвредны для человека и теплокровных
животных. Проверка токсичности спор (эндоконидий) проводилась
на белых мышах путем внутрибрюшинного и подкожного введе-
ния. Установлено, что споры не вызывали какой-либо отрицатель-
ной реакции мышей даже в дозе ЗХЮ8 на одну особь. При перо-
ральном введении с кормом дозы 140 г на 1 кг живого веса и
280 г/кг в кумулятивных порциях не оказывали на мышей какого-
либо вредного влияния. Вдыхание мышами распыленных в возду-
хе спор в течение 15—30 минут также не вызвало какой-либо от-
рицательной реакции. Аналогичные результаты были получены
Дреснером [38] в опытах с крысами после скармливания и инъек-
ции им спор в полость тела и в мышцы. В некоторых случаях из
легких дикоЖивущих грызунов были выделены штаммы рода
Beauveria (?), отнесенные в настоящее время к роду Тritirachium.
24*
371
У человека были случайно обнаружены Beauveria epigea и В. schi-
otae, однако об их подлинной систематической принадлежности
данных недостаточно [113]. По всей вероятности, все эти находки
относятся к паразитическим грибам группы Tritirachium. По част-
ному сообщению Теленги, вдыхание пыли от размолотой культу-
ры В. bassiana на зерне кукурузы вызвало у одного человека ал-
лергическое заболевание. В нашей практике при работе со спо-
ровым материалом умышленное вдыхание воздуха, содержавшего
споровую пыль, не вызывало каких-либо нежелательных послед-
ствий, хотя при размоле воздушного мицелия со спорами, выра-
щенного на картофельной среде, было зарегистрировано астмати-
ческого типа затруднение дыхания.
Практическое применение В. bassiana. Бейрд [4] упоминает в
обзоре более 80 случаев успешного применения этого гриба, хотя
в действительности число таких примеров намного больше. Вна-
чале В. bassiana применяли как интродуцированный микроорга-
низм, который, как предполагалось, должен был вызвать эпизо-
отию, способную в дальнейшем широко распространиться. Однако
В. bassiana и В. tenella для такой цели непригодны, и эти надеж-
ды исследователей не оправдались. В ряде других работ обраща-
ется внимание на то, что В. bassiana довольно часто встречается
в возделываемых почвах, и поэтому, если бы гриб обладал свой-
ствами активного возбудителя, его действие проявилось бы без
вмешательства человека. Эта аргументация неверна, так как для
возникновения болезни необходима определенная минимальная
доза инфекции — ориентировочно несколько сотен одновременно
прорастающих спор на одно насекомое, причем лучше на ка-
кой-либо одной части тела хозяина. Пот-
Рис. 38. Смертность личинок
3—4-го возраста колорад-
ского жука после опылива-
ния препаратом, содержа-
щим 5% спор Beauveria
bassiana (пунктирная кри-
вая — необработанный
контроль).
ребность гриба во влаге имеет второсте-
пенное значение, так как сам организм
хозяина и условия, в которых он обитает
(листья, растительный покров), доста-
точно увлажнены для развития гриба. По-
вышенная влажность, однако, необходи-
ма для того, чтобы гриб пророс из тела
хозяина и образовал воздушные споры
на его поверхности.
Во многих случаях доказана очень вы-
сокая эффективность применения спор
В. bassiana на разных вредителях. Из
отряда бабочек это прежде всего яблон-
ная плодожорка и стеблевой мотылек.
Гусеницы яблонной плодожорки наибо-
лее восприимчивы к заболеванию в пе-
риод зимовки. Контактирование гусенице
грибом легче всего происходит, если био-
препаратом опыливается весь ствол де-
рева. Заражение спорами гриба присхо-
372
Рис. 39. Действие Beauveria bassiana на
неподвижные стадии насекомых. Смерт-
ность куколок яблонной плодожорки после
опыливания биопрепаратом через 8 дней.
(В опыте 70 куколок).
Рис. 40. Смертность гусениц 4-го
возраста яблонной плодожорки
после опыливания 5%-ным препа-
ратом В. bassiana.
дит во время поисков гусеницами мест для устройства зимних ко-
лыбелек. Гриб размножается в телах гусеницы, и инфекция попа-
дает на поверхность коры дерева. Смертность гусениц при таком
способе заражения на обработанных частях ствола составляет
80—100%. Заболевания избегают гусеницы, сделавшие кокон в
почве, куда они попали из опавших червивых плодов. Джейнс и Ма-
руччи [84] применяли В. bassiana для опыливания листовой по-
верхности и существенно снижали численность гусениц плодожор-
ки, в итоге их заражения во время линьки и при переползании от ме-
ста отрождения к плоду. Аналогичные результаты получил также
Феррейра. Теленга [207] удовлетворительно применял споры В. bas-
siana в смеси с ДДТ или ГХЦГ против плодожорки на Украине.
Метальников и Туманов [125] установили восприимчивость к
болезни гусениц стеблевого мотылька при их опыливании спорами
гриба. Бартлетт и Лефебвр [5], распыливая споры гриба в смеси
с мукой, получили хороший результат в борьбе со стеблевым мо-
тыльком в полевых условиях. Стирретт, Бил и Тимонин в 1937 г.
добивались снижения численности гусениц на 60—70% и доказали,
что для получения эффекта первостепенное значение имеет свое-
временное проведение опыливания препаратом.
Хорошие результаты были получены от применения гриба и
против других вредителей. Холл [70] добился заметного снижения
численности гусениц Crambus bonifatellus, опыливая злаковый га-
зон размолотой культурой В. bassiana. Гусеницы погибали через
4 дня после обработки. Танада [204] испытывал В. bassiana про-
тив гусениц репной белянки и установил 100%-ную их гибель в
течение 2—7 дней после опыливания. Куколки белянки не зара-
жались грибом, за исключением только что образовавшихся, уко-
373
торых гриб мог проникнуть через кутикулу. Самшинякова и Вейс-
манн применяли В. bassiana против гусениц свекловичной моли
(Gnorimoschema ocellatellum Boyd) путем опыливания и опры-
скивания суспензией спор высадок свеклы перед откладкой молью
яиц. В результате заражалось при опыливании 55,8%’, а при опры-
скивании— 89,5% гусениц. Опрыскивание высадок после откладки
яиц частью бабочек вело к уничтожению 80,4% гусениц. Уста-
новлена высокая эффективность опыливания, биопрепаратом это-
го гриба корней свеклы перед их кагатированием.
В. bassiana очень часто вызывает заболевание клопов. На
Blissus leucopterus болезнь с давних пор отмечалась в США. Луг-
гер пытался в 1888 г. искусственно вызвать эпизоотию болезни
в популяциях указанного клопа. Позднее Сноу [182] размножал
этот гриб на станции и разослал более 50 000 посылок с биопре-
паратом для распространения в разных районах штата Канзас.
В 1891 —1892 гг. применение биопрепарата давало удовлетвори-
тельные результаты, однако в. последующие годы возлагаемые на
этот метод надежды не оправдались. Биллингс и Гленн [17] прове-
ряли деятельность лаборатории Сноу, и из их заключения следу-
ет, что количество спор гриба, содержавшихся в почве, было
больше количества спор, вносимых при обработке, и естественно,
что при этих условиях, когда природная инфекция не была дей-
ственной, нельзя было ожидать эффекта и от внесения еще мень-
ших доз паразита. Этот вывод относится, конечно, к частному
случаю и к определенной ситуации. Евлахова применяла В. bas-
siana в чистом виде и в смеси с ДДТ против вредной черепашки
(Eurygaster integriceps Put.) путем опыливания мест зимовки
клопов препаратом, выработанным непосредственно в лаборато-
рии Теленги или произведенным но его методу, и установила вы-
сокую смертность вредителей. Аналогичные результаты были по-
лучены ранее Медведевой и Поспеловым.
Успешным было применение гриба против жуков. Пикар [151,
152] проводил опыты по уничтожению личинок хрущей путем опы-
ливания В. bassiana. Карпинский [94] использовал В. tenella про-
тив личинок майского хруща в Польше, расходуя на 1 га леса
40—50 кг смеси талька и размолотой культуры гриба (200 кг
талька и 181,5 кг культуры); эта смесь, по расчетным данным,
содержала на 380 кг 4,5 кг спор. Учетами установлено, что зара-
женность личинок хрущей на опыленной части леса составила
44,6%', а на расстоянии 6 км от мест обработки была не выше
3,7%. Карпинский обнаружил взрослых хрущей, которые оказа-
лись более восприимчивыми к заражению, чем личинки. Поражен-
ные болезнью самки хрущей, как правило, не откладывали яиц.
Теленга использовал смеси В. bassiana с ДДТ и ГХЦГ против
личинок хрущей на Украине и получил относительно хорошие ре-
зультаты. Аналогичные результаты, но с чистой культурой гриба
(без примеси инсектицидов) получил и Шерффенберг в Австрии
после опрыскивания почвы суспензией, содержавшей 20Х106 спор
374
в 1 мл с добавлением 5%' мыла в качестве эмульгатора. На гу-
мусных почвах зараженность личинок была 85,88%, а на песча-
ных— от 19 до 24%.
Восприимчив к грибу и свекловичный долгоносик (Bothynode-
res punctiventris), как это было установлено еще Розсыпалом
[159], при искусственном заражении грибом. Телепга [207] пока-
зал, что внесение в почву смеси ГХЦГ и культуры В. tenella с
навозом вызвало гибель 82,6% личинок долгоносика, а обработка
семян свеклы смесью ГХЦГ с В. tenella снижала численность ли-
чинок на 83,3%. Сравнение с контролем показало, что гриб без
примеси инсектицида вызывал гибель 67,7%' личинок. Для обра-
ботки 1 га расходовалось при внесении в почву с навозом 5 кг
и при обработке семян 7 кг спорового препарата.
В большинстве приведенных примеров нет точных данных, ка-
кой штамм гриба был использован, какое количество спор со-
держалось в применяемых препаратах и каков был процент жиз-
неспособных спор. В связи с этим результаты проведенных испы-
таний являются лишь иллюстрацией возможности использования
гриба в борьбе с вредителем, но не основой для проведения прак-
тических мероприятий. В ряде случаев расход препарата был не-
рационально высоким, в связи с тем что получение материала в
чистом виде было практически невозможным.
Опыты по использованию гриба против колорадского жука с
самого начала проводились по более точной методике. После пред-
варительных наблюдений, установивших гибель личинок жука от
грибной инфекции, были проведены первые опыты с искусствен-
ным заражением вредителя [37]. Тиме описал болезнь личинок
жука—«черную пятнистость», а Хопф установил, что она вызы-
вается грибом Beauveria. Крал и Нейбауер [101], применяя чис-
тые споры В. bassiana для заражения личинок колорадского жу-
ка в лабораторных и полевых условиях, установили, что действие
разных штаммов возбудителя проявляется неодинаково быстро.
Первые признаки заражения появлялись через 2—3 дня после
опыливания, личинки погибали через 22—37 дней, и их смертность
составляла 93—96% при 3—10%' в контроле. Болезнь замедляла
развитие личинок жука в такой мере, что они не окукливались да-
же через 37 дней, в то время как в контроле окукливание про-
исходило в нормальный срок. Опыливание личинок колорадского
жука 2 %-ной и 5 %-ной смесью спор В. bassiana с тальком обес-
печивало 100%-ную смертность через 24—25 дней. В полевых опы-
тах на площади 0,06 га через 7 дней погибло 56%' личинок, а из
остальных выживших личинок 94%' были также заражены гри-
бом, что было установлено при их последующем воспитании в ла-
боратории. После опыливания препаратом личинок 4-го возраста
зараженные особи зарывались в почву, и 99%' их погибало, тогда
как в контроле погибло 33% личинок. Блоньска получила подоб-
ный же результат: 100%-ную гибель личинок 1-го возраста,
86%-ную 2—3-го, 62%'-ную — 4-го возраста и 24—27%-ную —
375
взрослых жуков. Высокая смертность личинок колорадского жука
получена также в опытах Шерффенберга [174]. Недостатком всех
опытов борьбы с колорадским жуком с использованием гриба яв-
ляются их небольшие масштабы, обусловленные отсутствием спо-
рового материала возбудителя болезни. Этот недостаток устраня-
ется методом глубинного культивирования гриба. Самшинякова
[168] установила, что эндоконидии В. bassiana столь же эффек-
тивны против личинок первых возрастов колорадского жука, как
и воздушные конидии. В настоящее время проводятся опыты с
опыливанием препаратом больших площадей.
В. bassiana паразитирует также на пилильщиках, короедах, а
в Чехословакии обнаружена и в клеще Ixodes ricinus L. [164].
Дреснер [37] установил, что паутинный клещ Tetranychus urticae
восприимчив к этой болезни. Обработка 0,5%'-ной суспензией спор
вызвала гибель 75% клещей.
В некоторых случаях В. bassiana создает определенные труд-
ности при искусственном разведении насекомых, в особенности
тутового шелкопряда. Болезнь шелковичных червей, вызываемая
этим грибом, привлекла внимание Басси. Широкое применение
В. bassiana для борьбы с вредителями растений в областях с раз-
витым шелководством вызывает большие потери в червоводнях, и
это обстоятельство следует учитывать. Достаточно один раз от-
крыть и тут же закрыть банку с концентратом спор, чтобы выз-
вать массовую гибель разводимых в лаборатории гусениц злато-
гузки и соснового шелкопряда в результате их заражения спорами
гриба, поднявшимися из банки в воздух. Подобную возмож-
ность следует предполагать и для тутового шелкопряда, хотя не
всегда можно доказать зависимость эпизоотии от опыливания по-
лей и насаждений спорами гриба. Основными приемами защиты
шелковичных червей от этого гриба являются чистый, незаряжен-
ный корм (листья шелковицы), хорошая вентиляция, сухое со-
стояние выкормок и периодическая дезинфекция червоводен и все-
го их оборудования известковым молоком, хлорной известью, па-
рами формалина, уксусной кислоты и т. п.
Энтомопатогенные грибы также имеют своих паразитов. Так,
сумчатый гриб Melanospora parasitica Tul., близкий к роду Cor-
dyceps, паразитирует на грибах Beauveria bassiana, Spicaria fari-
nosa, S. fumosorosea, однако наличие этого суперпаразита в куль-
турах названных энтомопатогенных грибов не препятствует раз-
витию спор последних [141].
Некоторые грибы из Deuteromycetes стоят на грани патоген-
ности для насекомых. К ним относятся представители рода Spo-
rotrichum Link. Эти грибы образуют на насекомых плесневый на-
лет обычно белого или светло-бурого цвета.
В Чехословакии описан вид Sporotrichum cejpi Fassatiova с
жуков, происходящих из Бельгии. Наиболее важным, по-видимо-
му, является S. martineki Prihoda [157], поражающий яйца пи-
лильщика Apethymus braccatus Gmelin на дубах в южноморав-
376
ских равнинных лесах. Гифы этого гриба бесцветные, с редкими
перегородками, лежат горизонтально, 2—3 мк толщиной. Конидии
образуются на короткой ножке, одиночные, яйцеобразные, разме-
ром 4—6,5X2,5—3,6 мк. Эта болезнь на личинках названного пи-
лильщика встречается очень редко, однако другая подобная бо-
лезнь, поражающая в Крушных горах яйца Neodiprion sertifer,
весьма обычна, ею бывает заражено до 15%' яиц вредителя, отло-
женных на хвоинки сосны. Другие пока не изученные виды или
штаммы грибов этого рода вызывают болезнь у Adelges piceae
Ratz. при его градациях и известную болезнь саранчи па о. Ма-
дагаскаре, где саранчуки погибают при внешних симптомах, по-
добных вызываемым грибом Entomophthora grylli.
К Deuteromycetes относится также род Sorosporella Sorokin,
включенный сюда на основе детального исследования Спиром
вида Sorosporella uvella, существенно отличающегося от других
Deuteromycetes по общему виду колоний в культуре, по образо-
ванию конидий и спор внутри тела хозяина. В связи с этим он пер-
воначально был отнесен к Entomophthoraceae.
Sorosporella uvella Krassilstschik [102]
Красильщик [102] обнаружил в свекловичном долгоносике (Во-
thynoderes punctiventris Germ.) па Украине болезнь, вызываемую
грибом Tarichium uvella, которая характеризовалась красными
шаровидными спорами диаметром 8—10 мк, собранными в гроз-
ди. На каждой споре имеется выступающая на поверхности ши-
шечка. Внутри споры содержатся 1—2 тельца величиной 3—4,5 мк.
В висячей капле окисленного солодового экстракта споры прора-
стают, образуя разветвленные гифы, на которых на воздухе выра-
стают цилиндрические конидии 9 мк длиной и 3 мк толщиной.
Позднее Сорокин [184] описал выделенный из гусениц озимой
совки вид Sorosporella agrotidis, признаки которого оказались
идентичными с предыдущим. Герд объединил оба вида в один.
Визе вновь обнаружил эту болезнь и описал ее возбудителя как
Acremonium cleoni. Спир [187, 188] проверил этот вид по матери-
алу, собранному на совках в США, и отнес его к Deuteromycetes
главным образом на основе характера образования конидий, хотя
гриб имеет мягкий мицелий, который в процессе своего развития
потребляет все содержимое тела хозяина и после образования
спор распадается. В культуре, помимо конидий, образует также
покоящиеся споры. Болезнь этого типа обнаружил в Моравии Роз-
сыпал [159], данными которого здесь дополнено описание Спира.
Болезнь личинок долгоносика проявляется осенью, непосред-
ственно перед уборкой или сразу после уборки сахарной свеклы.
Развивается в личинках последних возрастов, в куколках и в мо-
лодых жуках. На полях образуются очажки инфекции размером
0,5—1 м2, до 40 см глубины. Трупы погибших насекомых стано-
вятся хрупкими, легко разламываются при извлечении из почвы.
377
Рис. 41. Sorosporella livelier.
A — покоящиеся споры; Б — толстостенные гифы; В—прорастание покоящихся спор;
Г — гроздья конидий в теле свекловичного долгоносика; Д — покоящиеся споры и гифы;
Е — молодые гифальные тельца; Ж — рост гиф; 3 — гифы Sorosporella uvella на искусствен-
ной питательной среде.
Внутри тела пораженного насекомого образуются ярко-красные
споры, собранные в массу, распадающуюся на небольшие грозди,
висящие на разветвленных нитях мицелия толщиной 4—4,5 мк,
разделенных через короткие промежутки перегородками. Споры
в гроздьях расположены очень плотно, деформированы от давле-
ния друг па друга, создавая впечатление, что они образовались
путем почкования из нескольких точек, подобно тому как происхо-
дит почкование дрожжевых грибов. -Иногда под влиянием взаим-
ного давления споры приобретают форму ячеек пчелиных сот.
Оболочка спор толщиной 0,9—1,5 мк, упомянутые ранее шишечки
на спорах не обнаружены. Диаметр спор 7—8 мк, самых малень-
ких— 4 мк. Эксцентрическая капелька внутри споры слабо-зеле-
новатая, величиной 3—4 мк [159].
Через несколько дней после заражения развивается болезнь,
но без внешних симптомов. Лишь на 5—7-й день у некоторых осо-
бей под кожным покровом появляются красноватые пятна, затем-
ненные окраской кутикулы личинки. Эти красноватые пятна объ-
ясняются появлением в теле насекомого образовавшихся спор.
После гибели насекомого его тело несколько сморщивается, на
брюшке образуется бороздка, а содержимое тела ссыхается. По
мере образования все большего количества спор тело личинки все
более краснеет, становится мягким, легко гнущимся, но не упру-
гим. В гемолимфе зараженной личинки появляются бластоциты,
которые, размножаясь, заполняют полость тела, останавливают
378
ток гемолимфы и, по-видимому, выделяют ферменты, постепенно
растворяющие органы тела хозяина и тем самым обеспечивающие
паразита питанием. В первую очередь поражается жировое тело,
а в последнюю — мышечная ткань, нервы, мальпигиевы сосуды,
кишечник и гиподерма. Лимфоциты и многоклеточные мегалоциты
окружают группы бластоцитов и уничтожают их, однако количест-
во лимфоцитов и мегалоцитов быстро сокращается и паразит раз-
множается без противодействия со стороны организма хозяина
[159]. Появляющиеся через 6—7 дней после заражения в гемо-
лимфе бластоциты размером 5X8 мк расположены поодиночке или
цепочками, разрастаются почкованием и образуют колонии, со-
стоящие из большого числа клеток, которые затем преобразуются
в красные покоящиеся споры. При наличии влаги эти покоящиеся
споры разбухают, вскрываются и прорастают в гифы, на которых
вырастают колбовидные стеригмы и на них конидии размером
4—6X9—11 мк. По расположению конидий этот гриб напоминает
виды порядка Moniliales, почему он и бь!л отнесен к Deuteromy-
cetes. Для прорастания покоящихся спор необходимы влага и хо-
роший доступ воздуха. Выросшие из спор гифы образуют пучки
идущих в одном направлении нитей мицелия, на которых форми-
руются конидиеносцы. Конидии прорастают внутрь тела хозяина
как через кожный покров, так и через пищеварительный тракт.
Покоящиеся споры гриба сохраняют жизнеспособность минимум
14 месяцев и без каких-либо повреждений переносят зимовку в
поле.
Конидии служат средством распространения инфекции в приро-
де в течение вегетационного сезона [188].
Розсыпал [159] культивировал Sorosporella uvella на искусст-
венных питательных средах. Для выделения гриба в чистую куль-
туру он использовал споры, проросшие в висячей капле питатель-
ного раствора (0,4% NH4NO3, 0,2%' КН2РО4, 0,03% H2SO4 и
1,6% сахарозы в воде). Образовавшиеся колонии он переносил
на мясопептонный агар, отвар конского навоза, отвар долгоносиков
или на картофель. Вейзер применял для выделения метод прора-
щивания спор в растворе минеральных веществ. При этом из бо-
лее старого материала развиваются лишь единичные скопления
гиф. Красноокрашенные скопления хламидоспор через 5—7 дней
изменяются, белеют и увеличиваются вдвое, и из них вырастают
мелкие тонкие гифы. В связи с тем что в висячей капле обычно
развиваются и другие грибы и особенно бактерии, затрудняющие
выделение чистой культуры, целесообразно добавлять в питатель-
ную стерильную среду стрептомицин и для посева брать лишь та-
кие висячие капли, в которых не образовалось колоний других
грибов. После смыва развившейся колонии стерильной питатель-
ной жидкостью производится посев на МПА или агар Сабуро.
Культура развивается медленно, постепенно в следах иглы появ-
ляется большое количество чашевидных с загнутыми кверху края-
ми кирпично-красных колоний гриба. На средах, содержащих сус-
379
ло, рост незначительный, на желточных косяках гриб также ра-
стет слабо. Из шаровидных спор возникают сферические клетки
с тонкой оболочкой, прорастающие в нити, из которых вновь об-
разуются сферические клетки. Тонкостенные клетки отделяются от
нитей мицелия и иногда размножаются почкованием, причем фор-
ма делящихся клеток изменяется из сферической в удлиненную
и наоборот. Иногда на концах гиф нарастают шаровидные клет-
ки, подобные конидиям. При третьем способе размножения по
бокам нитей мицелия вырастают одноклеточные, неправильной
формы веточки 10—20 мк длины, сужающиеся к концу и несущие
конидии размером 6—8x3,5 мк.
Весьма вероятно, что вид гриба, поражающий в Европе Во-
thynoderes punctiventris и Agrotis segetiun, идентичен тому, кото-
рый был обнаружен в Северной Америке на Вихоа tcsselata Harr,
и Heliothis arrnigera ПЬ. В Чехословакии в качестве хозяина опи-
сываемого гриба указывается также Stenocarus fuliginosus Marsh,
а из СССР известен как хозяин долгоносик черный (Psalidium та-
xillosum Fabr.). Болезнь в местах ее проявления вызывает мас-
совую гибель поражаемых насекомых, что усиливается способно-
стью гриба развиваться на других питательных субстратах и за-
ражать здоровых насекомых конидиями и покоящимися спорами
и контактно, и через пищу. Болезнь слабо проявляется на тяже-
лых почвах и при повышенном содержании влаги, удерживаемой
гумусовыми веществами ’.
Указатель литературы
1. Audouin V., Ann. Sci. Nat., 8, 229—245, 1837.
2. Bail C., Z. f. Forst-u. Jagdwesen, 243—247, 18G9.
3. Baird R. B., Can. Entomol., 84, 432—435, 1957.
4. Baird R. B., The artificial control of insects by means of entomogenous fun-
gi, a compilation of references with abstracts, Mim. Abstr., Belleville, 53 pp.,
1958.
5. В a r 11 e 11 K. A., L e f e b v r e C. L.,' J. Econ. Entomol., 27, 1147—1157, 1934.
6. В a s s i A., Del mal del segno calcinaccio о moscardino malattia che affliegge
i bachi da seta. I. Teorica, Tipogr. Orcesi, Lodi, 1835.
7. Batko А., Сборн. научи, студенч. работ, Биология и почвовед., 74—79,
Москва, 1957.
8. Batko A., Int. Coll, de pathol. d’insectes, Paris, 129—131, 1962.
9. Batko A., Bull. Acad. Polon. Sci., II, vol. 12, 139—321, 1964.
10. Batko A., Bull. Acad. Polon. Sci., II, vol. 12, 323—326, 1964.
11. Batko A., Bull. Acad. Polon. Sci., II, vol. 12, 397—400, 1964.
12. Batko A., Studium nad Owadomorkowatymi Polski, Disertace, Warszawa,
1965.
13. Batko A., Kmitowa K., Zeszyty probl. postepow nauk roln., 35,
249—254, 1962.
14. Batko A., Weiser J., Strongwellea castrans nova gen., n. sp. (в печати).
15. Beall G., S t i r r e t G. M., Conners I. L., Sci. Agric., 19, 531—534,
1939.
16. Berger E. W., Florida Agr. Exp. Sta. Bull., 103, pp. 28, 1910.
1 Почвенная влага удерживается не только гумусовыми веществами, но и
мелкими глинистыми минеральными частицами тяжелых почв. — Прим. ред.
380
17. Billings F. H„ Glenn P. A., USDA Bur. Entom. Bull., 107, 58 pp., 1911.
18. Богоявленский H., Арх. русск. протист. об-ва, 1, 113—119, 1922.
19. Brumpt E., Ann. Parasit., 18, 112—144, 1941.
20. Bubak F., Hedwigia, 43, 100, 1903.
21. ВиЬйк F„ Ann. Mycol., 4, 105—124, 1906.
22. Bubak F., Ann. Mycol., 341, 1916.
23. Caullery M., Mesnil P., Arch. zool. exp. et gin., 4, 101—181, 1905.
24. Ceip K-, Houby, I+II, 495+407 pp., NCSAV. Praha, 1958.
25. С 1 a r k T. B., Kellen W. R., L i n d e g r e n J. E. Nature, 197, 208—209,
1963.
26. С о d r e a n u R., C. R. Acad. Sci., 192, 772—775, 1931.
27. Cohn F„ Nova Acta K. Acad. Caes. Leop.-Carol-German. Nat. curios., 25,
301—360, 1855.
28. Cohn F., Beitr. z. Biol. d. Pflay.zen, 1, 58—86, 1875.
29. Coluzzi M., Rioux J. A., Riv. Malarial., 41, 1—11, 1962.
30. Couch J. N., J. Elisha Mitchel Sci. Soc., 61, 124—136, 1945.
31. С о u ch J. N., Dod ge H. R., /. Elisha Mitchel Sci. Soc., 63, 69—79, 1947.
32. С о u c h J. N., U m p h 1 e 11 C. J., Coelomomyces infections. Insect Pathology,
II, 150—188, Academic Press, New York, 1963.
33. Danysz J., Wize K-, Ann. Inst. Pasteur, 17, 421—446, 1903.
34. D e В a г у A., Comparative morphology and biology of the fungi, mycetozoa
and bacteria, 525 pp., Clarendon Press, Oxford, 1887.
35. Debaisieux P., La Cellule, 30, 249—277, 1916.
36. D r a s t i c h L., R о z s у p a 1 J., Prdce Morav. prtr. spol., 4, 345—364, 1927.
37. Dresner E., Boyce Thompson Inst. Plant Res., 15, 319—335, 1949.
38. Dresner E., J. N. У. Entomol. Soc., 63, 269—278, 1950.
39. Du st an A. G., Dept. Agr. Canada, Pamphl. 45, n. s., 13 pp., 1924.
40. F ass at io v a O., Ces. mykologie, 7, 128—132, 1953.
41. Fassatiova O., Preslia, 15, 273—280, 1953.
42. Fassatiova O., Ces. mykologie, 7, 21—25, 1953.
43. Fassatiova O., Ces. mykologie, 9, 134—139, 1955.
44. Fassatiova O., Ces. mykologie, 10, 204—208, 1956.
45. Fassatiova O., Univ. Carolina, Biologica, 2, 233—252, 1956.
46. Fassatiova O., Univ. Carolina, Biologica, 3, 269—292, 1957.
47. Fassatiova O., Ces. mykologie, 3, 194—197, 1960.
48. Fassatiova O„ Fassati M., Ces. mykologie, 10, 204—208, 1956.
49. Fawcett II. S., Rep. plant pathologist, Fla Agr. Exp. Sta., 43—52, 1907.
50. Fawcett II. S., Mycologia, 2, 164—168, 1910.
51. Fawcett H. S., The citrus industry, II, 627—664, Calif. Univ. Press, 1948.
52. F i s h e r F. E., Ann. Rept. Fla Agr. Exp. Sta. for 1948.
53. Fisher F. E., The Florida Entomol., 34, 83—88, 1951.
54. Fisher F. E., Thompson U. K-, Griffiths J. T., The Florida Entomol.,
32, 2—11, 1949.
55. F о r b e s S. A., Insect Life, 6 (2), 63, 1893.
56. Forbes S. A., 19th Rept. State Entomol. III. for 1893 and 1894, 16—141,
1896.
57. Fresenius G., Abh. Senck. Ges., 2, 201—210, 1858.
58. F r i e d e r i c h s K-, Der Tropenpflanzer, 17, 538—558, 603—619, 660—675,
1913.
59. F r i e d e r i c h s K-, Dem and t E., Z. angew. Entomol., 8 (2), 295—324,
1922.
60. F у g W., Landw. Jb. der Schweiz, 65—94, 1934.
61. G a r b о w s k i L., Panstw. Inst. Nauk-Rol., Bydgoszcz, 4, 1—24, 1927.
62. Giard A., Bull. Biol. France et Belgique, 24, 1—112, 1892.
63. Giard A., Rev. Gen. Bot., 4, 449—461, 1892.
381
64. Gibbs A. J., Parasitology, 49, 552—558, 1959.
65. G i 11 i a t F. C., Proc. Acadian Entom. Soc., 10, 46—54, 1925.
66. Goldstein B., Amer. J. Bot., 16, 394—401, 1929.
67. Gontarski H., Z. f. Bienenforsch., H. 1, 1950.
68. Gough L. H., Trinidad Dept. Agric., Circ. 8, 1911.
69. Guerin-Meneville F. E., Etudes sur les maladies des vers й soie,
187 pp. Barlatier-Feissat et Demonchy, Marseille, 1911.
70. Hall I. M., Hilgardia, 22 (15), 535—565, 1954.
71. Hall I. M., Bell Z. V., Z. Insect Pathol.. 2, 247—253, 1960.
72. Hall I. M„ Bell J. V., J. Insect Pathol., 3, 289—296, 1961.
73. Hall I. M„ Dunn P. H„ Hilgardia, 27, 159—181, 1957.
74. Hall I. M., Dunn P. H., J. Econ. Entomol., 52, 28—29, 1959.
75. Hall I. M„ Half hi 11 J. С., J. Econ. Entomol., 52, 30—35, 1959.
76. Hergula B., Int. Corn Borer Invest. Sci. Rept., 3, 130—141, 1930.
77. H i t c h i n g s E. E., 7th Ann. Rept. Comm. Agric. Maine, p. 206, 1909.
78. H о f f m a n W. E., Proc. Entom. Soc. Washington, 49, 233—237, 1947.
79. Howard L. O., USDA Yearbook 1901, 459 470, 1902.
80. Huber J., Arch. Mikrobiol., 29, 257—276, 1958.
81. C h e r i a n M. G., A n a n t a и a г у a n K- P., Indian J. Agr. Sci., 9, 541—559,
1939.
82. I v a n i с M., Arch. Protistenk., 56, 63, 1926.
83. J a h n E., S i n r e i c h, Anz. Sdiddlingsk., 30, 139—146, 1957.
84. J a у n e s H. A., M a r u с c i P. E., J. Econ. Entomol., 40, 9—25, 1947.
85. E в лахо ва А. А., Докл. ВАСХНИЛ, 11, 19—22, 1939.
86. Евлахова А. А., Вести, защиты растений, 1, 64—68, 1941.
87. Евлахова А. А., ДАН УССР, 3—4, 139—141, 1945.
88. Евлахова А. А., Микробиология, 23, 188—190, 1954.
89. Евлахова A. A. Trans. 1st Int. Conf. Insect Pathol., Praha, 177—180,
1958.
90. Евлахова А. А., Швецова О. И., Наставление по изучению болезней
насекомых и применению микробиологического метода защиты растений.
Изд. АН СССР, Москва, 80 стр., 1953.
91. J i г о v е с О. Priroda, 36, 1-^6, 1943.
92. К а 1 a n d г a A., R о z s у р а 1 J., Ochrana rostlin, 24 pp., 1933.
93. К а г 1 i n g J. S., Amer. J. Bot., 35, 246—254, 1948.
94. Karpinski J. J., Ann. Univ. M. C. Sklodowska, Lublin, E, 5, 29—74, 1950.
95. Keilin D., Parasitology, 12, 83—91, 1920.
96. Keilin D„ Parasitology, 13, 97—113, 1921.
97. Keilin D., Parasitology, 13, 226—234, 1921.
98. Kerner G., Trans. 1st Int. Conf. Insect Pathol., Praha, 169—176, 1958.
99. Keworkian A. G., J. Agr. Univ. Puerto Rico, 21, 191—200, 1937.
100. Kobayasi Y., Tokyo, Bunrika Daigaky 8ci. Repts, B., 5, 53—260, 1941.
101. Kral J., Neubauer S., Zoolog. a entomol. listy, 3, 241—250, 1953.
102. Красильщик И. M., Mem. Soc. nat. nov. Russiae. Odessa, 97 pp.,
1886.
103. Красильщик И. M., Bull. Sci France, 19, 464—472, 1888.
104. Laird M. Parasitol., 42, 53—55, 1959.
105. Laird M. Can. J. Zool., 37, 781—791, 1959.
106. Laird M., Colles D. H., Verh. XI. Int. Kongr. Entomol., II, 867, 1960.
107. Lakon G., Z. angew. Entomol., 5, 161—216, 1919.
108. Lefebvre C. L., Phytopathol., 21 (1), 124—125, 193L
109. Leger L, Duboscq O„ Arch. Zool. exper. et gen.. Notes et Revue, 41,
VIII—XIII, 1909.
110. JI и нд ем а н И. В., Защита растений, 4—5, 404—414, 1926.
111. Lohweg H., Osterr. Botan. Zschr., 294—302, 1923.
112. Loughead T. C., Can. J. Bot., 39, 865—873, 1961.
113. MacLeod D. M„ Can. J. Bot., 32, 818—890, 1954.
114. MacLeod D. M„ Ann. N. Y. Acad. Sci., 60, 58—70, 1954.
382
115. MacLeod D. M„ Can. J. Bot., 34, 16—26, 1956.
116. MacLeod D. M., Can. J. Bot., 37, 695—714, 819—834, 1959.
117. MacLeod D. M., J. Insect Pathol., 2, 139—146, 1960.
118. MacLeod D. M., Entomophthorales infection. Insect Pathology, II, 189—
232, Academic Press, New York, 1963.
119. Madelin M. F„ Diseases caused by hyphomycetous fungi. Insect Patholo-
gy, II, 233—272, Academic Press, New York, 1963.
120. Mar an J., Vestn. Cs. spol. zool., 12, 89—96, 1948.
121. Mar an J., Cas. Cs. spol. entomol., 45, 113—119, 1948.
122. Ma sera E., Agricoltora delle Venezie, 38 pp., 1957.
123. McEwen F. L., Cordyceps infections. Insect Pathology, II, 273—291, Aca-
demic Press, New York, 1963.
124. de Mei lion B., Mu spratt J., Nature, 152, 507—509, 1943.
125. Metalnikov S., Toumanoff C„ Int. Corn borer invest. Sci. Repts., 1,
72—73, 1928.
126. Мечников И. И., Болезни личинок хлебного жука, Изд. Комиссии при
Одесском земском управлении, 32 стр., Одесса, 1874.
127. Mesnil Р., Mar с ho их Е., С. R. Acad. Sci., 125, 323—326, 1897.
128. Miller J. H„ Mycologia, 32, 587—600, 1940.
129. Molli ard M„ C. R. Acad Sci., 167, 958—960, 1918.
130. Morimoto F., Mem. Fac. Agric. Kochi Univ., 7, 1—61, 1959.
131. Moureau J. Mem. Inst. R. Colonial Beige, 7, 1—57, 1949.
132. M и m a M. H., J. Econ. Entomol., 48, 432—438, 1955.
133. Mu ma M. H., Clancy D. W., The Florida Entomol., 44, 159—165, 1961.
134. Muspratt J., Nature, 158, 202, 1946.
135. M ii 11 e r - К о g 1 e r E., Z. angew. Entomol., 28, 613—645, 1941.
136. Muller-K6gl er E. Z. PflKrankh., 51, 124—135, 1941.
137. Mtlller-KOgler E., Entomophaga, 1, 94—95, 1956.
138. Muller-Kogi er E„ Z. PflKrankh., 64, 529—534, 1957.
139. Miiller-Kogler E., Entomophaga, 4, 261—274, 1959.
140. Mil Her- Kogi er E„ Z. PflKrankh., 67, 663—668, 1960.
141. Muller-Ko gler E„ Z., PflKrankh., 68, 601—605, 1961.
142. N e и z i 1 о v a A., Preslia, 28, 273—275, 1956.
143. NeuzilovS A., Univ.'Carolina, Biologica, 3, 7—29, 1957.
144. Nowakowski L., Pamj. Akad. Umjet., Krakov., 8, 153—183, 1883.
145. NOller W., Arch. f. Protistenk., 41, 169—171, 1920.
146. Orosi-Pal Z., Z. f. Parasitenk., 9, 125—139, 1936.
147. Peck C., 31st Ann. Rept. N. Y. State Mus. Nat. Hist., p. 44, 1879.
148. Petch T., Truns. Brit. Mi/col. Soc., 7, 18—40, 1921.
149. Petch T., Trans. Brit. Mi/col. Soc., 10, 45—80, 1924.
150. Petch T., Trans. Brit. Mycol. Soc., 20, 216 224, 1936.
151. Picard I'., Ann. Ecole Agric., 1.3(2- 3), 121 -248, 1914.
152. Picard F., Bull. Soc. Etude Vulg. Zool. Agric., 13, 1 7, 25- 30, ff. 1914.
153. Pierce W. D., Sugar News, 9, 12 pp., 1928
154. Pilat A., Ces. mykologie, 7, 21—25, 1953.
155. Поспелов В. И., Итоги н.-и. работы Института защиты растений за
1939 г., 125—129, 1940.
156. Поспелов В. И., Научные работы Института энтомологии и фитопатоло-
гии Укр. ССР, 1, 12—21, 1950.
157. Prihoda A., Ces. mykologie, 15, 150—153, 1961.
158. Rasin К., Biol, spisy Vysokg skoly zverolek., Brno, 8, 14 B—124 13 dd
1959.
159. Rozsypal J., Sbor. Vys. skoly zemedil., Brno, C-16, 92 pp., 1930.
160. Rozsypal J., Sbornik CSAZV, 24, 85—94, 1954.
161. Rozsypal J., Zool. listy, 6 (20), 12—16, 1957.
383
162. Rozsypal J., Cs. parasitol., V, 169—177, NCSAV, Praha, 1958.
163. Rorer J. B., Trinidad and Tobago Bd. of Agric., Circ., 8, 10 pp., 1913.
164. SamsinikovJ A., Zool. listy, 6, 329—330, 1957.
165. Samsinakova A., Ces. mykologie, 14, 49—52, 1960.
166. SamsinAkova A., Verh. XI. Int. Kongr. Entomol., II, p. 863, 1960.
167. Samsinakova A., Agronomski glasnik, 563—565, 1961.
168. Samsinakova A., Cs. patent 105 414, 29. IV. 1961.
169. Samsinakova A., Naturwissensch., 51, 121—122, 1964.
170. Samsinakova A., Cermakova A., Sborn. Rostlinnd vtjroba, 6,
163—168, 1960.
171. Samsinakova A., Ullman J., Cs. biologic, 6, 475—478, 1957.
172. Sawyer W. H„ Amer. J. Bot., 16, 87—121, 1929.
173. Sawyer W. H., Mycologia, 23, 411—432, 1931.
174. Schaerffenberg B., Anz. Sihiidliiigsk., 30, 69—74, 1957.
175. Schaerffenberg B., Anz. Schitdlingsk., 32, 87—90, 1959.
176. Schneider A., Arch. Zool. ехрёг., 2, 14—15, 1884.
177. Schwarcewski B., Arch. Protistenk, 33, 49—108, 1914.
178. Schweizer G., Planta, 35, 132—176, 1947.
179. Siemaszko W., Arch. nauk. biol. Towarz. naukowego Warszawskiego, 6,
82 pp., 1937.
180. S к a i f e S. H„ S. African J. Sci., 22, 298—308, 1925.
181. Smith К- M., Ann. Appl. Biol., 14, 313—330, 1927.
182. Snow F. H., 5th Ann. Rept. Directors, Kansas Univ. Agr. Exp. Sta., 7—55,
1896.
183. Soper R. S„ Can. J. Bot., 41, 875—878, 1963.
184. Sorokin N„ Zentralbl. f. Bakt., 4, 644—672, 1888.
185. Sparrow F. K., Mycologia, 31, 439—444, 1939.
186. Speare A. T., Rept. Work. Exp. Sta. Hawaiian Sugar Planters Assoc.,
Bull. 13, 1912.
187. Speare A. T„ I. Agr. Res., 8, 189—194, 1917.
188. Speare A. T„ J. Agr. Res., 18, 399—439, 1920.
189. Speare A. T., Mycologia, 13, 72—82, 1921.
190. Speare A. T., USDA Bull. 1117, 19 pp., 1922.
191. Speare Л. T., Colley R. II., The artifical use of the brown-tail fungus
in Massachusetts, 29 pp., Wright and Potter, Boston, 1912.
192. Sprague V, Trans. Amer. Microscop. Soc., 59, 400—474, 1940.
193. Steinhaus E. A., Principles of insect pathology, 757 pp., McGraw-Hill,
1949.
194. Steinhaus E. A., Hilgardia, 20, 629—678, 1951.
195. S t e i n h a u s E. A., Hilgardia, 23, 197—261, 1954.
196. S t e i n h a u s E. A., J. Insect Pathol., 2, 225—229, 1960.
197. Steinhaus E. A., March G. A., Hilgardia, 33, 349—490, 1962.
198. Steinhaus E. A., Hilgardia, 26, 107—160, 1956.
199. Strong F. E„ Wells K-, Apple J. W., J. Econ. Entomol., 53, 478—479,
1960.
200. Sussman A. S., Mycologia, 43, 338—350, 1951.
201. Sussman A. S., Mycologia, 43, 423—429, 1951.
202. Sussman A. S., Ann. Entom. Soc. Amer., 45, 232—644, 1952.
203. Sussman A. S., Mycologia, 44, 493—505, 1952.
204. Tanada Y., Proc. Hawaiian Entom. Soc., 15, 617—622, 1955.
205. T a n g 1 F., Forstwiss. Centr., 15, 209—230, 1893.
206 Теленга H. A., Trans. 1st Int. Conf. Insect Pathol., Praha, 155—168,
1958.
207. Теленга H. А., Бюлл. научи, техн, информации Украинского н.-и. инсти-
тута защиты растении, 4, 21—38, 1958.
384
208. Т е л е н г а Н. А., Ж и г а ев Г. Н., Захарченко Н. Л., Н е в к р ы -
та А. Н„ Бюлл. научн. техн, информации Украинского н.-и. ин-та защиты
растений, 2, 41—43, 1957.
209. Thaxter R., Mem. Boston Soc. Nat. Hist., 4, 133—201, 1888.
210. Thaxter R., Amer. Acad. Arts Sci., 12, 187—429, 1896.
211. Thaxter R., Amer. Acad. Arts Sci., 13, 219—469, 1908.
212. Thaxter R., Amer. Acad. Arts Sci., 14, 313—426, 1924.
213. Thaxter R., Amer. Acad. Arts Sci., 14, 431—580, 1926.
214. Thaxter R., Amer. Acad. Arts Sci., 16, 1—435, 1931.
215. Tor ru bi a J., Aparato para la historia natural Espanola, 204 pp., Madrid,
1754.
216. Toumanoff С., C. R. Acad. Sci., 187, 391—393, 1928.
217. Toumanoff C., Ann. Parasitol., 9, 462—482, 1931.
218. Toumanoff C., Revue Franc. d‘Agriculture, 68, 325 pp. (Numero spfec.),
1951.
219. Tube uf C. v., Forst. Naturwiss. Zschr., 1, 34—37, 1892.
220. Tubeuf C. v., Forst. Naturwiss. Zschr., 11, 31—47, 1893.
221. Tuzet O., Mani er J. F., C. R. Acad. Sci., 225, 264—266, 1947.
222. Tuzet О., M a n i e r J. F., Ann. Sci. Nat. Zool., 12, 15—23, 1950.
223. Tuzet O., Rioux J. A., Manier J. F., Vie et milieu, 12, 167—187, 1961.
224. Ullyett G. C., Schon ken D. B., Union S. Africa Dept. Agr. Forest. Sci.
Bull. 218, 24 pp., 1940.
225. Vallisnieri A., Esperienze ed osservazioni ecc, Padova, 1726.
226. Vittadini C., Mem. Inst. Lombardo Sci. Lett., 4, 241—289, 1853.
227. Vouk V., Klass Z., Int. Corn. Borer Invest. Sci., Rept., 4, 24—25, 1931.
228. Vui Hemin P., Paris. Soc Botan. France Bull., 59, 34—40, 1912.
229. Wada Y., Japan J. Appl. Entom. and Zool., 1, 54—59, 1957.
230. Watson J. R., Berger E. W., Fla Agr. Exten. Serv. Bull. 88, 135 pp.,
1937.
231. Weiser J., Prdce Morav. prir. spot., XVII, 1, 10 pp., 1945.
232. Weiser J., Vest. Cs. spot, zool., 11, 297—303, 1947.
233. Weiser J., Entomol. listy, XIV, 130—135, 1951.
234. Weiser J., Acta Soc. entomol. Cechoslov., 62, 61—76, 1955.
235. Weiser J., Cs. parasitologie, III, 203—209, NCSAV, Praha, 1956.
236. Weiser J., Vest. Cs. spot, zool., 24, 74—78, 1960.
237. Weiser J., J. Protozoology, 11, Suppl. 112, 1964.
238. Weiser J., Cs. mykologie, 19, 201—204, 1965.
239. Weiser J., Batko A., Folia parasitologica, 1, 144—149, 1966.
240. Weiser .1., N о v й k I)., Int. Coll, de pathol. d’insectes, Paris, 149—150, 1962.
241. Weiser J., Vavra .1., Zschr. f. Tropenmcd. u. Parasitol., 15, 38—42,' 1964.
242. Weismann L., N e u z i I о v й A., Polnohospoddrstvo, 2, 409—419, 1955
243. Wize C., Akad. Umjetn., Krakow, KI. Mateni., 713—724 1904.
244. Wolf F., Bull. Torrey Bot. Club, 78, 211—220, 1951.
245. Запрометов H. Г., Материалы no микрофлоре Средней Азии, II, Уз-
бекистанская опытная станция защиты растений, 11, Ташкент, 70 стр., 1928.
25 Я. Вейзер
VIII. Болезни, вызываемые простейшими
Связи простейших с насекомыми очень древние. Простейшие
как физиологически примитивные организмы, а филогенетически
значительно более древние господствовали в море и в пресных
водах задолго до появления насекомых. Они проникали в тело
насекомых с пищей, главным образом жидкой, и поселялись в их
пищеварительном тракте. Таким путем образовалась группа про-
стейших, живущих форетически в качестве спутников насекомых,
питающихся веществами, содержащимися в их кишечном тракте.
Часть из них приобрела настолько важные функции в кишечнике
насекомых, что стала для видов и групп пасекомых-хозяев совер-
шенно обязательной, незаменимой. Жгутиковые простейшие в
кишечнике термитов и других насекомых, питающихся древесиной,
способствуют расщеплению целлюлозы и тем поставляют своим
хозяевам белок за счет отмирающих особей. Некоторые виды про-
стейших передвигаются по кишечному тракту в направлении, об-
ратном перистальтике, и при поедании насекомыми пищи отры-
гиваются наружу. Так специализировались жгутиковые. В иных
случаях насекомые как переносчики инфекции включились в уже су-
ществующие циклы, но расширили круг организмов-хозяев, пере-
нося инфекцию на новые виды, используемые для питания. В ко-
нечном итоге некоторые группы простейших приспособились к па-
разитическому образу жизни в насекомых, утратив некоторые ор-
ганы движения, по взамен приобрели иные способности (образо-
вание покоящихся стадий, обеспечивающих перенос с одной особи
на другую, способность паразитировать в тканях, увеличение ко-
эффициента размножения). Таким образом в теле насекомых посе-
лились форетические, симбионтные и в разной степени способные
к паразитизму простейшие.
Простейшие Protozoa Golfuss—одноклеточные животные. Един-
ственная клетка выполняет все жизненные функции организма,
которые у многоклеточных животных осуществляются разнооб-
разными тканями и органами. Эти функции у простейших выпол-
няются рядом мелких органелл — жгутиков, ресничек, мембран,
скелетных образований, развитых у различных групп совершенно
по-разному.
Тип простейших включает два подтипа, резко различающихся
по общему строению: Plasmodroma и Ciliophora '. Первый подтип
включает в себя простейших, которые передвигаются с помощью
жгутиков или псевдоподий или же совершенно неподвижны, имеют
морфологически и функционально единое ядро и тело, не покры-
1 Более совершенная система и более полная характеристика простейших
приведены в книге В. А. Догель «Основы протозоологии». — Прим. ред.
386
roe ресничками. Во второй подтип входят виды простейших, тело
которых покрыто ресничками или складками, служащими для пе-
редвижения, имеют два морфологически и функционально различ-
ных ядра и органеллы для приема и переваривания пищи.
Паразиты насекомых имеются во всех четырех классах подтипа
I’la-iiiodroiiia; корненожек (Rhizopoda), жгутиковых (Flagellata),
споровых (Sporozoa) и Neosporidia.
11з подтипа Ciliophorа в телах насекомых в редких случаях
встречаются как паразиты только инфузории. Большинство под-
линных тканевых паразитов сосредоточены в классах Sporozoa и
Neosporidia. В других классах имеются исключительно или пре-
имущественно форетические виды (носимые организмом насеко-
мого, но не паразитирующие в нем), причиняющие повреждения
хозяину лишь в чрезвычайно редких случаях. Такой вид можно
считать патогенным в том случае, если он проник в ткани хозяина
и вызвал там существенные повреждения тканей или нарушил их
функции, в результате чего произошли заболевание или гибель
хозяина. Во всех иных случаях такого вида взаимоотношения
простейшего и насекомого являются разными формами форезии
или симбиоза. Размножение простейших в насекомых происходит
намного медленнее, чем бактерий, и поэтому не возникают ост-
рые вспышки эпизоотий в популяциях насекомых, вызываемых
простейшими (эпизоотии взрывного характера).
Развитие болезни зависит от того, какие органы насекомого
ею поражены. Чем важнее пораженный орган для жизнедеятель-
ности всего организма, тем быстрее проявляется и опаснее бо-
лезнь. Болезни, вызываемые простейшими, обычно носят затяж-
ной характер, в связи с тем что чаще всего паразит поражает
жировое тело, которое насекомое расходует лишь частично при
линьках, а главным образом при превращении в куколку и при
формировании яичников.
Длительное сожительство простейших с насекомыми приводит
к тому, что простейшие вырабатывают ряд регулирующих меха-
низмов, влияющих на насекомое-хозяина, па гормоны, регулиру-
ющие развитие насекомого, а также и развитие некоторых про-
стейших таким образом, что их покоящиеся стадии образуются
коррелятивно с ходом развития насекомого.
Вместе с тем имеются группы простейших, настолько разли-
чающиеся по своим требованиям к хозяину, что нет возможности
произвести обобщение каких-либо общих закономерностей их свя-
зей с хозяевами.
Rhizopoda v. Siebold—корненожки
Корненожки передвигаются с помощью псевдоподий, форма их
тела изменчива. Покоящиеся стадии заключены в прочные ци-
сты. Цисты часто попадают в пищеварительный тракт насекомого
(главным образом у растительноядных видов), временно задер-
25*
387
живаются здесь и размножаются в складках и изгибах кишечника
(бродильная камера личинок хрущей, изгибы кишечника долго-
ножек и т. п.), и лишь в четырех случаях можно говорить о пара-
зитических связях этих амеб с насекомыми. Все четыре энтомо-
патогениых вида относятся к семейству Amebidae Ehrenberg. Эти
амебы не имеют прочной оболочки, живо передвигаются с по-
мощью ложноножек (псевдоподий), имеют эктоплазму, заметно
отличающуюся от эндоплазмы вокруг ядра. В эндоплазме находит-
ся одно или несколько ядер, вакуоли, кристаллики солей и другие
включения. В конце развития образуются цисты широкояйцеоб-
разной формы, с разным числом ядер.
Все виды амеб, известные как паразиты насекомых, развивают-
ся в мальпигиевых сосудах взрослых особей, куда проникают из
пищеварительного тракта, попав в него с кормом. Наличие амеб
обычно является признаком старения зараженных ими особей на-
секомых.
В мальпигиевых сосудах амебы лишь в редких случаях
проникают в эпителий, их развитие происходит в полости сосудов,
в секреторной и реабсорбционной частях органа. Амебы располо-
жены на поверхности клеток эпителия, где они и размножаются.
Численность особей в канале сосуда зависит от интенсивности де-
ятельности этих желез. Когда экскреция прекращается, в канале
сосуда накапливается большое количество амеб и полость сосуда
постепенно забивается цистами, которые не выводятся вместе с
экскретами в кишечник. Тем самым затрудняется экскреция и ре-
зорбция канала пораженного сосуда и появляются признаки бо-
лезни. Зараженные особи истощаются и даже погибают. Пораже-
ние насекомых амебами встречается единично, поэтому сравни-
тельного изучения всех четырех энтомопатогенных видов не было.
Этим можно объяснить н то, почему они считаются четырьмя
разными видами, хотя морфологически очень близки.
Malpighiella refringens Minchin
Небольшая амеба с одним ядром, без пищеварительной вакуо-
ли, образует четырехъядерные цисты. Живет в мальпигиевых сосу-
дах блох, чаще всего Ceratophyllus fasciatus Bose., из которого и
описан этот вид. Тело диаметром 8—12 мк, бесцветное, слизистое,
прозрачное. Образует яйцевидные цисты 10—12 мк длины и 7—8 мк
ширины, с 4 ядрами. Ядра шаровидные с эксцентрическим яд-
рышком. Оболочка цист относительно толстая. Вегетативные ста-
дии размещаются на эпителии в верхней, секреторной части со-
суда. К нижней, реабсорбционной части сосуда с тонкими стенка-
ми число спор постепенно возрастает, и они полностью доминиру-
ют в части сосуда перед пузырьком и вводом сосуда в кишечник.
Неллер [87] обнаружил эту амебу и в мальпигиевых сосудах бло-
хи Ctenocephalides canis Curt. По данным некоторых авторов, к
этому же роду относится и амеба пчел.
388
Malamoeba lociistae King et Taylor [56]
Этот род образован указанными авторами для амебы, пора-
жающе» мал вишневые сосуды разных саранчовых. Тело амебы
широкоййцевидиой до шарообразной формы с диаметром 5—10 мк
и с одним ядром. В густом экскрете, выделяемом сосудами, амебы
сильно преломляют свет, стекловидно-прозрачные, передвигают-
ся с помощью широких, языковидных псевдоподий, в отдельных
случаях с нитевидными отростками. Внутри трофозоитов (взрос-
лых стадий) содержится большое количество (до 30) сильнее пре-
ломляющих свет шаровидных зернышек, окрашивающихся осмие-
вой кислотой [103], т. е., по-видимому, содержащих ненасыщенные
жирные кислоты. Трофозоит делится с ясно выраженными митоза-
ми. Шаровидные цисты одноядерные, с толстой оболочкой, раз-
мером 7—10 мк. При их прорастании из разорвавшейся оболочки
выходит лишь один зародыш.
Амеба поражает в Америке следующие виды саранчи: Mela-
noplus differentiates Thos., M. mexicanus mexicanus Sauss. и M.
femur-rubrum Deg. Принслу [103] обнаружила эту амебу на Lo-
custana pardalina Walk, в ЮАР. Экспериментально паразит был
перенесен более чем на 37 видов саранчи.
В пораженных амебой сосудах видны светопреломляющие яй-
цевидные до шарообразных цисты. Сосуды расширены и в боль-
шей или меньшей степени заполнены цистами. Из-за давления на
стенки сосудов их эпителий растягивается и иногда разрывается
(по-видимому, при резких движениях хозяина). После этого, как
указывают Тейлор и Кинг, цисты разносятся гемолимфой по телу
хозяина, где происходит их фагоцитоз группами лимфоцитов. Об-
разуются сгустки, окруженные скоплениями лимфоцитов, оседаю-
щие в жировом теле или в мышцах, куда они заносятся током ге-
молимфы. В местах разрыва мальпигиевых сосудов образуются
сферические регенерационные узлы, хорошо отличимые при вскры-
ши насекомых по своей форме и размеру. Интенсивность разви-
тия боле.пш колеблется от массированной инфекции, когда еже-
дневно особью выделяется 2 4 млн. цист, до спорадического их
появления. В зависимости от этого проявляется и действие бо-
лезни на хозяина. Как только количество образовавшихся трофо-
зоитов превысит то, что сосуды способны вывести наружу, тро-
фозоиты начинают блокировать эпителий сосудов и подавлять вы-
деление уратов. Задержка экскреции вызывает астенобиоз, ти-
пичный и для некоторых стадий насекомых при летнем покое и
при зимовке. У саранчи наступает коматозное состояние, прояв-
ляющееся в потере равновесия, и заканчивается ее гибелью пос-
ле тетанических судорог. В то время как у нормальных самок са-
ранчи по мере их старения среди откладываемых яиц все больше
преобладают диапаузирующие, пораженные амебой самки откла-
дывают яйца, у которых процент диапаузирующих все более сни-
жается [104].
389
Инкубационный период длится 14—18 дней (со времени вве-
дения спор с экскрементами больных особей). В некоторых хозяе-
вах образуются намного более крупные цисты, чем в исходном
материале. Так, например, цисты в Locustana pardalina в обоих
измерениях на 25% больше обычных (7X13 мк). Амебная инфек-
ция саранчи является типичной болезнью, массовое развитие ко-
торой зависит от плотности популяции хозяина. Тейлор и Кинг ус-
тановили, что в природной популяции было заражено всего 0,3%
особей. Перенос экскрементов насекомых, искусственно заражен-
ных в садках, в эту природную популяцию повысил степень рас-
пространения болезни на обработанной площади до 4,74%', что бы-
ло установлено просмотром 422 особей. В следующем сезоне в этой
местности болезнь не была обнаружена. Па основе результатов
лабораторных опытов можно сделать вывод, что эта амеба может
быть использована для биологической борьбы с саранчой лишь на
ограниченных площадях и ее можно искусственно размножать на
саранче в инсектариях.
Malpighamoeba mellificae Prell [102]
Эта одноядерная амеба образует одноядерные цисты. Тело
очень маленькое, при движении бесформенное, в неподвижном
состоянии шаровидное, 5—7 мк в диаметре. Кариосомное ядро
относительно крупное. Развивается в полости мальпигиевых сосу-
дов медоносной пчелы Apis mellifera, образуя бесформенные, ко-
сынкообразные, клинообразные или закругленные формы с быстро
двигающимся жгутиком, который сохраняется и после того, как
амеба перестает двигаться, что было подтверждено и при культи-
вировании паразита [115]. Форма псевдоподий, так же как и жгу-
тика, зависит от плотности окружающей среды. При понижении
температуры до 20° С или после определенного периода вегета-
тивного размножения в мальпигиевых сосудах начинается спору-
ляция и образуются яйцевидные споры размером 5,6X4,2 мк.
Болезнь развивается в экскреторной верхней части мальпигие-
вых сосудов пчел. Током выделений сосудов старшие стадии смы-
ваются вниз, по пути инцистируются и выходят через кишечник
наружу. Степень поражения отдельных сосудов бывает различ-
на. Там, где амеб много, происходит повреждение сосудов,
их эпителий уплощается и утрачивает способность выделять
секрет.
Инкубационный период амебы от попадания спор в насекомое
до выделения им новых спор длится 24—28 дней [26]. Хассанеин
[43] обнаружил первые споры уже через 18—20 дней. В культуре
интенсивное развитие амебы началось через 14 дней после вскры-
тия спор.
Исследователи далеко не единодушны в оценке патогенности
амебы для пчел. Моргенталер [80, 81]. Маассен [75], Хассанеин
[43] и др. рассматривали ее как фактор, осложняющий и усили-
390
вающий действие нозематоза пчел. Такого же мнения придержива-
ется и Борхерт[12]. Другие исследователи (Шиллер, Джонсен, Ма-
тука) считают, что сама амеба может в определенных случаях
вызвать гибель всей пчелосемьи. Джорданп, Шульц-Лангнер [114]
и Джорданн [36] полагают, что амеба вредоноснее для пчел, чем
нозема. Последний автор пытался доказать это утверждение, ос-
новываясь на статистических данных, однако много данных свиде-
тельствует об обратном.
Malpighamoeba редко указывается в числе возбудителей бо-
лезней пчел, хотя в каждой стране проводятся выборочные об-
следования пасек на заболевания. Зараженность этой амебой се-
мей пчел на больших территориях обычно не превышает 2,8—3%,
но в отдельных местностях могут возникать локальные очаги бр-
лезни и степень ее распространения значительно выше. В подоб-
ных очагах с большой частотой встречаемости болезни наблюда-
ется тенденция к снижению запаса инфекции, и в следующем се-
зоне болезнь исчезает [5, 36]. Более сильное развитие болезни в
начале сезона объясняется составом пчелиной семьи, преобла-
данием в ней в апреле—мае старых, ослабленных пчел. Такая се-
зонность болезни, помимо Италии, отмечена в Швейцарии [26, 81,
82], в Англии [43], в ФРГ [12] и в СССР [101].
В борьбе с амебой могут быть использованы только методы
дезинфекции инвентаря и оборудования пасек, так как все испы-
танные до настоящего времени способы терапии не дали резуль-
тата.
Бальденшпергер применял салол, Виккингеп [148] — хиназол и
Бейли [4] — фумагиллин, но безрезультатно. Успешным оказался
метод дезинфекции зараженных сот путем их фумигации парами
ледяной уксусной кислоты [4, 5] с одновременным переносом семьи
пчел в чистый улей с новой вощиной.
В пчеловодстве Чехословакии этот паразит до настоящего вре-
мени не имел какого-либо значения, о нем упоминается лишь в дав-
ней работе Шенфельда и в работе Рытиржа, опубликованной в
1928 г.; с тех пор болезнь никем не отмечалась.
Известно несколько видов амеб из кишечника насекомых, но
они не являются патогенами. Dobellina mesnili Keilin встречается
в Trichocera hienialis Meig. и T. annulata Meig. Endolimax terrai-
ns Kirby [57] живет в кишечнике термитов рода Mirotermes, а
Endolimax sugrandis Henderson в термитах Cubitermes sp. Бюч-
ли описал амебу Entameba blattae из таракана Blatta orientalis L.
Другие виды амеб из этой группы живут в термитах: Entame-
ba disparata Kirby и Е. majestas Kirby в Mirotermes hispaniolae,
Entameba simulans и E. sabulosa в Mirotermes paranensis.
Представители рода Entameba живут в других насекомых. En-
tameba apis описана Фантамом и Портер из пчелы; Е. minchini
Mackinnon живет в кишечнике долгоножек и Е. belostomae
Brug — у водяных клопов Belostoma sp. Все эти виды являются
безвредными кишечными сопутствующими формами.
391
Flagellata Cohn — жгутиковые
Как показывает само название, эти простейшие имеют жгути-
ки, с помощью которых они передвигаются. Тело большинства ви-
дов веретеновидное, удлиненное. Почти во всех группах этого
класса имеются роды и виды, связанные с насекомыми и перено-
симые ими.
Несмотря на это, не отмечено ни одного случая, когда бы жгути-
ковые вызвали патогенный процесс у насекомых. Связь жгутико-
вых простейших с насекомыми либо симбиотическая, либо насе-
комые их переносят (главным образом сосущие), или же жгу-
тиковые— обычные кишечные пассапты (комменсалы), не имею-
щие сколько-нибудь серьезного значения для своих хозяев.
Жгутиковые, выделенные из насекомых и размноженные в чи-
стой культуре, непатогенпы для своего первоначального хозяина
даже после введения их в огромных дозах с кормом или путем
инъекции в полость тела. Лишь после длительного развития жгу-
тиковых в гемолимфе наблюдается вред для хозяина. С подоб-
ным явлением можно встретиться и в природе, когда удается об-
наружить комаров или других кровососущих насекомых, гемолим-
фа которых заполнена жгутиковыми, первоначально жившими в
их кишечнике. В полость тела хозяина жгутиковые проникают че-
рез раны кишечника или при уколах зараженными насекомыми
здоровых особей.
Совершенно невозможно дать здесь описание более чем 300
видов жгутиковых, некоторые стадии которых проходят через пи-
щеварительный тракт насекомых. Это трудно также и потому, что
в большинстве источников отсутствуют данные о специализации
жгутиковых в отношении пасекомых-хозяев. Некоторые виды из-
вестны только из одного хозяина, другие способны существовать
в десятках видов насекомых. Особую сложность этот вопрос пред-
ставляет для жгутиковых, переносимых насекомыми с одного по-
звоночного животного на другое. В связи с этим дается лишь
краткий обзор основных групп жгутиковых.
Zoomastigina Doflein — организмы, не способные к автотроф-
ной жизни и питающиеся уже сформированными органическими
веществами, включает две группы: Protomonadina Blochmann, ку-
да входят мелкие формы с одним или двумя жгутиками, в боль-
шинстве без блефаропластов и аксостиль, и Melamoiiadina Gras-
se— более крупные формы с тремя и более жгутиками, с пол-
ностью развившимся аксостилем центросомного происхождения.
Митоз ядра протекает с участием центросомы, которая образует ве-
ретено. Из группы Protomonadina в насекомых чаще всего встре-
чаются представители порядка Trypanosomida Grasse, составляю-
щие основное количество видов жгутиковых, переносимых насе-
комыми. Группа Metamonadina объединяет восемь порядков, со-
держащих исключительно виды жгутиковых, обитающие в пище-
варительном тракте термитов.
392
TRYPANOSOMIDA GRASSE — ТРИПАНОСОМОВЫЕ
Четыре группы этого порядка включают в себя большое коли-
чество видов, тесно связанных с насекомыми. Цикл развития три-
паносом в насекомых и позвоночных в известной мере отражает
отдельные филогенетические ступени развития трипаносом в
природных хозяевах. Первичной, исходной стадией является ши-
рокояйцевидпая, неподвижная лейшманиоидная стадия, имеющая
сферическое ядро, перед которым находится короткий, прилегаю-
щий к телу жгутик, выходящий в непосредственной близости от
дисковидного блефаропласта. Из этой стадии с удлинением тела и
ростом жгутика развивается критидиальная стадия с ядром, ле-
жащим в широкой (задней) части тела, к которому через всю су-
женную, переднюю часть, через плазму проходит жгутик, оканчи-
вающийся блефаропластом (базальным зерном) непосредственно
перед ядром. Жгутик лишь немного выдается из тела.
Тело трипаносомид в лептомонадной стадии также удлиненное,
веретеновидное, но ядро расположено в центре. Жгутик углублен
в клетку лишь коротким основанием, а остальная его часть сво-
бодна и подвижна. Блефаропласт расположен у основания жгути-
ка. Наиболее развитой с точки зрения внутренней организации
является трипаносомная стадия. Яйцеобразное ядро этой стадии
расположено продольно, в середине тела. Жгутик выходит из бле-
фаропласта вблизи от его широкого основания, соединен с ним по
всей длине тонкой пленкой — ундулирующей мембраной,1 а про-
тивоположный конец выходит наружу и свободен. Простейшее пе-
редвигается в направлении выдающегося из тела жгутика. Деле-
ние надвое — продольное, при этом каждая органелла удваивает-
ся, прежде чем начинает дифференцироваться плазма. В связи
с этим можно обнаружить формы с двумя ядрами, двумя блефа-
ропластами, двумя мембранами с жгутиками.
Название и родовая принадлежность жгутиковых определяют-
ся по той стадии, которая развивается в насекомых. Род Lepto-
•nonas образует в насекомых лейшманиевуюи лептомонадную, ста-
дии. Виды рода Herpetonionas в насекомых образуют и трипано-
сомную стадию. Род Leishmania в теплокровных животных обра-
зует только лейшманиевую стадию, а в насекомых-переносчиках
развивается лептомонадная стадия. Род Trypanosoma характерен
тем, что в крови теплокровных присутствует трипаносомная ста-
дия независимо от того, какие стадии паразита развиваются в на-
секомых-переносчиках. Несовершенство систематики создает воз-
можность путаницы, особенно в отношении жгутиковых, связанных
с насекомыми, так как один и тот же организм может быть опи-
сан из разных позвоночных под одним названием, а из насекомых-
1 Эти данные устарели. По последним исследованиям, ундулирующая мем-
брана не прирастает к телу трипаносомы, а только входит в глубокий паз на
его поверхности. — Прим. ред.
393
переносчиков, промежуточных хозяев,— как другой или другие
виды.
Trypanosomida не оказывают на насекомых патогенного влия-
ния, но многие из них создают своим промежуточным хозяевам
(переносчикам) трудности другого характера.
Изучение переносчиков лейшманиоза и трипаносомоза людей
и животных показало, что переносчиками этих инфекций могут
быть только те виды насекомых, в которых жгутиковые локализу-
ются в стом адеуме, проникают из кишечника обратно в преджелу-
док и в пищевод. Как установили еще Шорт, Барро и Крейхед
[117], жгутиковые Leishmania donovani l.averan et Mesnil запол-
няют пищевод москита Phlebotomus argcntipes Annand. Brun, в
такой мере, что в нем образуется пробка, препятствующая приему
пищи. Москит, понуждаемый голодом, производит все новые и но-
вые уколы, и при попытках сосания ему удается пробить эту проб-
ку лишь при определенном увеличении давления изнутри, что при-
водит к выдавливанию из глотки москита жгутиковых и их пе-
реходу в кровь хозяина. По-видимому, при голодании москита
происходит и массовое высвобождение жгутиковых. Те же авто-
ры установили, что при лабораторном разведении у 20% москитов
глотки были полностью блокированы массой жгутиковых, что
привело к гибели этих особей. У других видов происходит проник-
новение жгутиковых в клетки кишечного эпителия насекомых, как
это установили для Trypanosoma lewisi Kent Неллер, Минчин,
Ямасаки и др. Трипаносомы проникают в клетки эпителия, преоб-
разуются в шаровидную стадию, после чего ядро делится на не-
сколько дочерних ядер, вокруг которых формируются дочерние
трипаносомы, прорывающие оболочку материнской клетки и воз-
вращающиеся в полость кишечника. Повреждения, причиняемые в
этом случае жгутиковыми кишечному эпителию блохи, совершен-
но незначительны, и клетки нормально восстанавливаются. Бо-
лезнь изучалась на Nosopsyllus fasciatus Bose., но она проявля-
ется с такими же симптомами и в Xenopsylla cheopis Rotsch. и
Ctenocephalides canis. В некоторых случаях при большой дозе
трипаносом количество пораженных ими клеток эпителия превос-
ходит количество клеток, которое эпителий способен регенериро-
вать. В связи с этим, как установил Гарихам для Xenopsylla che-
opis, зараженной видом Trypanosoma lewisi, смертность поражен-
ных блох в течение первых 3—4 дней была намного выше, чем у
блох, не пораженных жгутиковыми.
Trypanosoma rangeli Tejera, переносимая клопом Rhodnius
prolixus Stal, вызывает его большую смертность, преимуществен-
но личинок в первых возрастах. Паразит также проникает в ки-
шечник клопа, а оттуда в полость тела, где и развивается. Пора-
женные личинки клопов не могут нормально линять, не питаются
и выглядят более светлыми (так как в их кишечнике отсутствует
кровь). До имагинальной фазы развилось лишь 40 из 120 личинок,
зараженных в первом возрасте. У постельного клопа Cimex lectu-
394
larius L. эта болезнь вызывала гибель 80% особей. Пораженные
жгутиковыми клопы легче уничтожаются своими хозяевами — по-
звоночными животными —и при их уничтожении (раскусывании)
происходит заражение также и хозяев — позвоночных.
Взаимоотношения насекомых и жгутиковых изучены весьма по-
верхностно. Поэтому приводимый ниже обзор некоторых видов
жгутиковых из разных хозяев дает лишь общее представление и
не содержит более подробной информации.
Leptomonas Kent
В двукрылых насекомых встречаются следующие виды жгути-
ковых: Leptomonas (Herpetomonas) muscarum Leidy — в Musca
domestica L., Lucilia sericata Meig., Calliphora erythrocephala
Meig., Phormia regina Meig. и в других. Этот вид, по-видимому,
идентичен Herpetomonas muscae domesticae Burnett в Crithidia
lesnei Alexeieff и Leptomonas gracilis Kent. Из мух выделены так-
же Leptomonas sarcophagae Prowazek, L. stomoxyae Jegen из Sio-
moxys calcitrans L. и Leptomonas drosophilae Chatton et al. из
Drosophila sp. Сюда относится также Herpetomonas gravi Novy из
разных видон рода (ilossina, IL mesnili Rotibaud из Pycnosoma
piiloiium, IL taiilleryi (Roiiband) из Auchmeromyia luteola, H. li-
ncala Swingle n t Sarrophaga saraceniae, II. roubaudi Chatton из
Drosophila conftisa. Herpetomonas ealliphorae Swingle, H. luciliae
Strickland it ;ipvi нс виды.
В большинстве случаен это жгутиковые, поражающие разные
виды мух, но неспособные заражать насекомых из других таксо-
номических групп. Перво-
начально описанные типы и
оригинальный живой мате-
риал, к сожалению, не со-
хранились.
В различных комарах об-
наружены следующие виды
жгутиковых: Leptomonas
(Crithidia) fasciculata Le-
ger — обнаружен в Culex
pipiens L., в разных видах
Aedes и Theobaldia. Crithi-
dia culicis Woodcock выде-
лен из Culex pipiens L.,
Aedes vexans Meig. и Tae-
niorhynchus richiardi Fic.
Critidia neocelliae Drbohlav
выделен из Anopheles ste-
phensi List.; Herpetomonas
algeriensis Sergent из Culex
pipiens L. и Aedes aegypti L.,
Рис. 42. Разные формы Trypanosomoidea:
Л — род Leptomonas-, Б — род Crithidia; В — род
Strigomonas; Г — род Leishmania; Д — род Try-
panosoma. Передний подвижный конец обращен
кверху.
395
происходящих из Алжира. Herpetomonas myzomyiae Drbohlav вы-
делен из Anopheles nili.
Из пищеварительного тракта мошек выделены и описаны виды:
Herpetomonas mercieri Poisson из Simulium reptans, a Crithidia
simuliae Georgevitch из Simulium reptans golubaciense Meig.
В москитах обнаружены: Leptomonas papatasi Laveran et Fran-
chini и Herpetomonas phlebotomi Mackie, выделенные из Phlebo-
tomus minutus Adler et Theodor.
В оводах обнаружено несколько видов жгутиковых: Crithidia
sabulata Leger в Tabanus glaucopis и Haematopota italica; Crithi-
dia minuta Leger в Tabanus tergestinus. Crithidia tabani Patton и
C. tenuis выделены из Chrysozona duttoni и C. vandenbrandeni.
Очень многие виды жгутиковых из этой группы встречаются в
пищеварительном тракте клопов, обитающих па суше и в воде. Из
них в первую очередь следует указать весьма обычные виды Lep-
tomonas jaculum Woodcock из кишечника Nepa cinerea L. и Lepto-
monas pyrrhocoris Zotta из Pyrrhocoris apterus L. В отношении
этого последнего вида, хозяин которого питается растительными
соками, высказывалось предположение, что он является стадией
«фитофлагеллата», вида, нормально живущего в проводящих со-
судах растений.
Leptomonas familiaris Zotta обитает в кишечнике Lygaeus fa-
miliaris. В водном клопе Gerris fossarum живет Leptomonas ly-
gaei Patton, в G. dissortis — L. collosoma Wallace, в G. remigis —
Crithidia flexonema Wallace et al. Вид Herpetomonas arctocorixae
Becker обитает в кишечнике Arctocorixa interrupta. В кишечнике
Rhinocoris iracundus обнаружен Leptomonas agilis, очень близкий
виду Crithidia conorrhinae Donovan из Triatoma rubrofasciata. Из
близкого предыдущему виду клопа Т. protracta McCulloch et Ко-
foid описан вид простейшего Herpetomonas triatomae, а из Rhod-
nius prolixus— вид IL rangeli.
В блохах чаще всего встречается Leptomonas ctenocephali Fant-
ham и Ctenocephalides canis Curt., а также L. pattoni Chatton et
Delance. В Nosopsyllus fasciatus Bose. Бальфур в 1908 г. описал
вид Crithidia pulicis из Xenopsylla cleopatrae. Стефенс и Кристо-
фере обнаружили Herpetomonas pulicis в Ctenocephalides fells
Bouchfe. Дрбоглав в 1925 г. описал из Ceratophyllus gallinae
Schrank вид Herpetomonas gallinae. Многие виды являются сино-
нимами или трипаносомной стадией, переносимой блохами.
Во вшах также найдены жгутиковые. Из платяной вши Pedi-
culus corporis L. известна форма Herpetomonas pediculi Fantham,
а из крысиной вши Polyplax spinulosa L. вид Crithidia haemato-
pinae Patton.
Жгутиковые обитают также в насекомых, имеющих грызущий
ротовой аппарат; например в кишечнике и гемолимфе гусеницы
совки Agrotis pronubana Пейо обнаружил жгутиковое Leptomonas
chattoni. По-видимому, в этом случае инфекция попала в гемолим-
фу гусеницы в результате укола ее клопом или комаром, носившим
396
в себе простейшее, перешедшее в гусеницу через их хоботок или
колющие щетинки. То же, вероятно, произошло и при обнаруже-
нии Leptomonas bombycis (Levaditi) в гемолимфе гусениц туто-
вого шелкопряда. Пейо обнаружил лептомонады в кишечнике и
в мальпигиевых сосудах стеблевого мотылька. Род Crithidia Le-
ger в настоящее время практически не содержит ни одного вида,
так как все ранее входившие в этот род виды теперь переведены
в роды Leptomonas или Trypanosoma, по мере того как выявля-
лись их основные хозяева и конечные формы.
В роде Leishmania остались только виды, патогенные для че-
ловека, с лептомонадными и лейшманиевыми стадиями, развиваю-
щимися в венах.
Phytomonas Donovan
В настоящее время этот род из-за недостаточных морфологи-
ческих различий объединен с родом Leptomonas.
Род Phytomonas объединял виды, живущие в соке растений и
в пищеварительном тракте клопов, которые являются их перенос-
чиками- В субтропических видах молочая развивается Leptomo-
nas davidi Lafont, переносимый клопом Dicranomerus agilis и др.
В разных видах Asclepiadaceac живут Leptomonas elmassiani, L.
bordasi и Strigomonas oncopelti, переносимые клопами, например
Oncopeltus fasciatus. Эти же виды жгутиковых развиваются не-
сомненно и в других растениях, таких, как Ficus sp., Convolvulus
sepium, Coffea arabica, и в некоторых сложноцветных, Taraxacum
officinale, T. kok-saghyz, Hieracium aurantiacum, Lactuca sativa и
L. canadensis. В растениях эти фитомонады размножаются в млеч-
ном соке в таком огромном количестве, что закупоривают прово-
дящие сосуды, отчего растения желтеют и увядают. Во многих слу-
чаях это бывают пе специфичные для растений жгутиковые, кото-
рые удерживаются лишь некоторое время в непосредственной бли-
зости от мест уколов клопов.
Trypanosoma Ciruby
Род Trypanosoma Gruby подобен роду Leptomonas, конечным
хозяином жгутиковых этого рода являются позвоночные, и лишь
в редких случаях трипаносомная стадия образуется еще в насеко-
мых. Только трипаносомы в мальпигиевых сосудах насекомых мо-
гут считаться свойственными насекомым. Такие случаи известны
для двукрылых Musca, Lucilia, Drosophila, Fannia, и обитающий
в них паразит называется Trypanosoma (Rhynchoidomonas) dro-
sophilae Patton. Трипаносомы этого вида выходят из сосудов в
форме яйцевидных цист с мелкими шипиками на поверхности.
С экскрементами цисты выделяются из тела хозяина и вновь с пи-
щей попадают в кишечник мух, а оттуда проходят в мальпигие-
вые сосуды. Характер вреда, причиняемого этими жгутиковыми
насекомым, таков же, как и от описанных ранее амеб.
397
Остальные трипаносомы позвоночных переносятся чаще всего
насекомыми, которые известны для большинства видов паразитов.
Это прежде всего жалящие мухи, в основном Glossina palpalis
Robineau-Desvoidy и G. morsitans Westwood, которые переносят
Trypanosoma vivax Ziemann, T. congolense Broden, T. rhodesiense
Stephens et Fantam, T. gambiense Dutton и T. brucei Plimmer et
Bredford и их многочисленные локальные штаммы. Некоторые
трипаносомы переносятся комарами: Т. gallinarum Brunce et al.
и T. calmetti Mathis et Leger комаром Culex pipiens, Trypanosoma
cruzi Chagas переносится клопами из семейства Reduviidae, глав-
ным образом Triatoma megista Brum. Виды из семейства Tabani-
daeтакже являются переносчиками трипаносом. Tabanus nemoralis
Meig. пассивно переносит па домашних животных разные штам-
мы Т. evansi Steel, a Tabanus aeniola Palis и Haematopota pluvi-
alis L. способствуют переносу на крупный рогатый скот Т. theile-
ri Laveran. Trypanosoma melophagium I'hi в овечьем рунце, Me-
lophagus ovinus L. является наиболее частым демонстрационным
объектом. Имеются также данные о проникновении трипаносом из
кишечника в полость тела рунца, где это жгутиковое развивается.
Позднее происходит переход гемоглобина в полость тела рунца, и
он становится рубиново-краспым. Инфекция содержится в 100%
рунцов даже и в тех случаях, когда в крови хозяина трипаносомы
отсутствуют.
Болезнь в острой форме развивается у ягнят, позднее она пе-
реходит в хроническую форму, с единичными метациклическими
трипаносомами в крови. Аналогичным образом Lipoptena capri-
па Nitzsch. переносит вид Trypanosoma lheodori Ноаге. К числу
переносчиков трипаносом относятся также блохи: так Ceratophyl-
lus fasciatus Bose, переносит крысиный вид Т. lewisi Kent, a Spi-
lopsyllus cuniculi Dale — возбудителя трипаносомоза кроликов
Trypanosoma nabiasi Railliet. Степень распространения болезней
теплокровных, вызываемых трипаносомами, зависит от численно-
сти переносчиков этих возбудителей. Численность и распростра-
ненность хозяев, в свою очередь, предопределяет влияние возбу-
дителя на переносчика. В тех случаях, когда болезнь сильно
развивается на небольшом числе особей хозяина, постоянно обитаю-
щего на какой-либо определенной территории, постоянные реин-
фекции усиливают болезнь, что в конечном итоге приводит к ги-
бели переносчиков. Ослабление или изменения в физиологии теп-
локровных хозяев оказывают серьезное влияние на перенос инфек-
ции. Обильная и частая дефекация животных способствует рас-
пространению инфекции.
Специфичность видов рода Trypanosoma для определенных хо-
зяев предопределяется прежде всего установившимся кругом пе-
реносчиков и хозяев. Если этот состав изменяется, то резко сни-
жается и специфичность паразита. Это подтверждается возмож-
ностью переноса трипаносом из самых различных хозяев на
мышей, а также возможностью легкой замены одного насекомого пе-
398
реносчика разными другими видами при введении в них инфекции
путем предоставления возможности сосать кровь из смоченного
ею тампона. Какие-либо дальнейшие исследования жгутиковых,
связанных с насекомыми, невозможны без изучения их восприим-
чивых хозяев и сравнения результатов с имеющимися описания-
ми, чтобы постепенно выявить допущенные ранее ошибки и петоч*
ности.
Для культивирования жгутиковых, развивающихся в ра-
стениях и насекомых, пригодна питательная среда, содержащая
2% пептона и 0,6%' NaCl, но для некоторых видов необходима
добавка крови. Для видов, выделенных из кровососущих насе-
комых, пригодна NNN-агаровая среда, состоящая из 25—29%'
крови, 0,6% NaCl и 1,4%' агара. Кровяные формы жгутиковых
следует культивировать в стерильных условиях, так же, как и
формы из кровососущих насекомых, применяя антисептическое
вскрытие насекомых и используя для посева на среду простейших
из их желудка. В тех случаях, когда жгутиковые (в лептомонад-
ной стадии) находятся в среде, загрязненной бактериями, их от-
деление производится в спирально изогнутых капиллярах по ме-
тоду Стона и Рейнольдса. Капилляры заполняются водой с пеп-
тоном с добавкой пенициллина (100—500 ед. на 1 мл) и стрепто-
мицина (10—500 ед. на 1 мл.). В нижний конец капилляра заса-
сывается небольшое количество материала, содержащего лепто-
монадные стадии, и оставляется в вертикальном положении.Леп-
томонады передвигаются в жидкой среде кверху по капилляру и,
как только пройдут три его витка, освобождаются от бактерий.
После этого нижняя часть капилляра, где еще могут находиться
бактерии, отламывается, а из верхней части очищенные от бак-
терий простейшие переносятся с каплями жидкости на стерильную
питательную среду.
Заражение насекомых' простейшими производится с использо-
ванием тампона в поилке. Разводимые насекомые активно ищут
поилки с водой или раствором сахара. Если добавить в пропитан-
ные этими жидкостями тампоны поилок несколько капель куль-
туры, насекомые засосут простейших с питьем и заразятся.
METAMONAD1NA GRASSfc
В эту группу входят жгутиковые, участвующие в переработке
целлюлозы в кишечнике термитов и других древогрызущих на-
секомых. Эти простейшие имеют очень большое значение для сво-
их хозяев, например термитов, которые без таких симбионтов не
могут усваивать пищу и погибают.
В данной работе не представляется возможным дать описание
отдельных видов этих жгутиковых, поэтому здесь приведены лишь
краткие сведения об основных их группах.
Trichomonadida Grasse объединяет жгутиковых с 3—6 жгути-
ками, из которых один волочащийся, свободный или соединен вол-
399
нистой мембраной с телом. Примером может служить Macrotri-
chomonas pulchra Grasse из кишечника термита Glyptotermes par-
vulus. Pyrsonymphida Grasse включает жгутиковых с 4—8 воло-
чащимися жгутиками, прилегающими к телу и свернутыми в спи-
раль вокруг тела. У ряда видов в передней части тела имеется
приспособление для прикрепления к субстрату. Pyrsonympha ver-
tens L. является обычным симбионтом термита Reticulitermes fla-
vipes Kollar.
Oxymonadida GrassG Сюда относятся одно- или многоядерные
жгутиковые, обитающие свободно или прикрепленными к стенкам
кишечника. У свободноживущих жгутики имеются (по 4 на одно
ядро). У прикрепленных отсутствуют. Аксостиль состоит из час-
тей аксостилей особей, объединенных в иолиэнергиду. На поверх-
ности тела имеется много бактерий и спирохет, функционирующих
как жгутики. Один из видов этого семейства Oxymonas ditnor-
pha Connel обитает в кишечнике Neotermes simplicornis Banks.
Retortamonadidae Grasse. Мелкие жгутиковые копьеобразной
формы с длинным, вытянутым, заостренным концом тела. Эти про-
стейшие внедряются в эпителий кишечника. Ядро расположено в
широком конце тела, под пучком жгутиков. Питаются бактериями
и типичны для кишечника тараканов и медведок. Retortamonas
gryllotalpae G. живет в кишечнике медведки обыкновенной.
Joeniidae Grasse — очень крупные жгутиковые с многочислен-
ными жгутиками, собранными в пучки на передней, реже и на
задней части тела. Имеют толстый аксостиль с пластинковидными
парабазалиями возле ядра. Вид Joenia annectens Grasse живет в
кишечнике Kalotermes flavicollis Fabr.
Lophomonadida Grass6 объединяет жгутиковых среднего раз-
мера, имеющих сферическое тело с многочисленными тонкими,
короткими жгутиками, которые выходят из круговой апикальной
короны, клинообразно расщепленной с одной стороны. Каждый
жгутик закреплен в блефаропласте, а затем продолжается в ви-
де нитевидного аксостиля, который соединяется с остальными в
один пучок, покрывая, как чашечкой, ядро простейшего. Lopho-
monas blattarum Stein-—обычный обитатель кишечника таракана
Blatta orientalis. Образует цисты с двумя ядрами.
Trichonymphina Grasse объединяет жгутиковых с очень много-
численными жгутиками, распределенными по всему телу. Рострум
заостренный, аксостиль расходится на отдельные нити, лежащие
под кутикулой вдоль тела простейшего. Trichonympha campanula
Kofoid et Swezy встречается в термитах Zootermopsis angusticol-
lis Hagen.
Spirotrichonymphina GrassG Жгутиковые этого порядка имеют
базальные тельца, расположенные спиральными рядами по длине
особи, из которых выходят жгутики, и образуют спиральную кай-
му. Примером представителя этой группы может служить Масго-
spironympha xylopletha Cleveland, живущая в кишечнике тарака-
на Crypotocercus punctulatus Scudd.
400
Рис. 43. Жгутиковые насекомые:
А —. Macrotrichomonas pulchra из Glyptotermes parvulus, 650Х; Б — Pyrsonympha flagellata
из Retlculiterrv.es lucifugus, 800X: В— Oxymonas папа из таракана рода Cryptocercus,
500Х: Г — Trimitus divergens из Calotermes flavicollis 1000 X; Д — Hexamastix termitis из
C. flavicollis, 600 X; Ё — Retortamonas gryllotalpae из медведки, 1000X; Ж—Polymastix
melolonthae из Melolontha melolontha, 1200X; 3 — Joenia annectens из C. flavicollis, 400X;
И — Calonympha grassii из Cryptotermes grassii, 300X; K — Lophomonas blatiarum из
таракана, 400X; Д — Trichonympha agilis из Reticulitermes lucif ugus, 300X.
26 Я. Вейзер
Sporozoa Leuckart — споровики
Как показывает само название, виды Sporozoa отличаются от
остальных простейших плотными, устойчивыми спорами с одним
пли несколькими зародышами. Подобные покоящиеся стадии об
разуют и жгутиковые и амебы. В то время как у споровиков орга-
низм проходит отдельные стадии развития в разделенные по вре-
мени периоды, и эти стадии различны как морфологически, таки
по своим функциям, внутри цисты амебы или лямблии содержит-
ся такая же амеба или лямблия, как и двигающиеся вокруг в пи
тательной среде.
У споровиков цикл развития начинается с червеобразного спо-
розоита, который выходит из споры и обладает подвижностью.
Этот спорозоит нарастает, его ядро делится, чтобы в последую-
щем разделилась и плазма на ряд пальцевидных дочерних кле-
ток с дочерними ядрами. Такое деление носит название схизого-
нин, и этим путем размножаются стадии, способные накопить
энергетические резервы из тела хозяина. Схизогония протекает
длительное время и многократно повторяется. Дочерние стадии с
одним ядром называют мерозоитами. После многократного деле-
ния схизонты преобразуются в гаметы, их половая принадлеж-
ность часто характеризуется и морфологическими различиями; ми-
крогаметы бывают более тонкими и снабжены жгутиком. При
слиянии анизогамет возникает зигота, которая обычно окружена
общей оболочкой и образует цисту (ооцисту). Из этой стадии де-
лением ядер и плазмы образуются многочисленные одноядерные
споробласты, а из них споры с разным числом зародышей, споро-
зоитов. В каждой группе споровиков имеются некоторые откло-
нения от этого типичного цикла развития, однако общая схема
сохраняется, определяя тем самым таксономическую принадлеж-
ность простейшего.
Подразделение споровиков на отдельные отряды, так же как
и их отделение от книдоспоридий, является искусственным, так
как существуют постепенные переходы на самых различных эта-
пах цикла развития. Известно, что всякая таксономическая систе-
ма, признаваемая в настоящее время, имеет как свои преимуще-
ства, так и недостатки. В дальнейшем мы придерживаемся следу-
ющего систематического подразделения:
Sporozoa Leuckart содержит три отряда.
1-й отряд — Gregarinida Lankester — грегарины. Споровики в
большинстве с экстрацеллюларными крупными трофозоитами, с
мало различающимися по форме гаметами; ооцисты неподвиж-
ные, остаточное тело расположено в цисте вне споры;
2-й отряд — Coccidiida Doflein — кокцидии. Паразиты тканей
хозяина с интрацеллюларпыми трофозоитами, с раздельными га-
метами, заметно различающимися по форме, ооцисты неподвиж-
ные, остаточное тело расположено внутри спор.
3-й отряд — Haemosporidiida. Споровики паразитируют в тка-
402
нях хозяев, с экстрацеллюлярными, по форме различающимися га-
метами, ооцисты подвижные, споры не образуются, спорозоиты
свободные.
Среди грегарин (Gregarinida) имеются как кишечные сопут-
ствующие формы, так и определенные группы видов, которые про-
никают в ткани и вызывают смертельные болезни насекомых. Среди
кокдиций представляют интерес только тканевые иптрацеллю-
лярпые паразиты, переносимые с кормом. Виды отряда Ilaeinospo-
ridiida также развиваются только в тканях хозяина, но они более
специализированы в отношении переноса определенными насеко-
мыми. В теле насекомых они также проникают в определенные
ткани и причиняют им заметные повреждения.
GREGARINIDA LANKESTER — ГРЕГАРИНЫ
Изучение грегарин показало, что у них очень тесные связи с
хозяевами, что определенные группы хозяев содержат грегарин
только определенных родов. На полостных грегаринах можно изу-
чать путь перехода кишечных видов в ткани, что ведет к развитию
ехпзогрегарин как тканевых паразитов. Для компенсации отсут-
ствующих у схизогрегарпп возможностей переноса, которые свой-
ственны кишечным формам, схнзогрегарнны образуют в процессе
схизогонии многочисленные массы особей, созревающих до спор,
накапливающихся в теле хозяина до момента, пока появится воз-
можность выхода наружу.
По наличию процесса схизогонии в цикле развития из боль-
шой группы грегарин — Eugregarina Doflein, живущих лишь в
исключительно редких случаях в кишечнике, выделена группа
Schizogregarina Lfeger 1900, которой свойствен процесс схизого-
нии в тканях хозяина.
Eugregarina Doflein
Из споры грегарины выходит несколько червеобразных споро-
зоитов с заостренными концами. Ядро спорозоита содержит два
больших хроматиновых колечка, а в плазме имеется много мито-
хондрий. Спорозоит внедряется своим концом в стенку клетки
эпителия и закрепляется здесь для дальнейшего роста. Из спо-
розоита вырастает трофозоит — половая особь, которая большую
часть своей жизни и развития проводит, прикрепившись к стенке
кишечника. Нарастающее тело трофозоита яйцевидное до вытяну-
то-ланцетовидной формы, у некоторых видов микроскопически ма-
ленькое, у других, как, например, у Didytnophyes gigantea, до
1 см длины. У большинства видов грегарин тело разделено на не-
сколько отделов. Первый отдел, погруженный в клетку хозяина,
называется эпимерит, второй — протомерит, третий — дейтомерит.
Ядро всегда находится в дейтомерите. Эти отделы называют так-
же цистидами и таким образом грегарнна с телом, не разделен-
ие*
403
ным на отделы, называют моноцистидными, с двумя отделами —
дицистидными и с тремя описанными выше отделами — трицистид-
ными. Виды, имеющие большее число отделов, относятся к поли-
цистидным. Прикрепление трофозоитов к эпителию кишечника у
разных видов происходит по-разному. Обычно различают пять
типов прикрепления. Первый тип — на поверхности эпителия ос-
тается трофозоит типа Grebnickiella. Трофозоит прикреплен к
эпителию боком к поверхности клетки и внедряет внутрь клетки
сеть тонких корнеподобных усиков. Грегарины рода Grebnickiella
обычны в многоножках; в насекомых они отсутствуют. Однако
схизогрегарины насекомых в ряде случаев подобным же способом
прикрепляются к эпителию.
Намного глубже проникают в эпителий виды из родов Stylo-
cephalus или Gregarina. В этих случаях трофозоит проникает в
глубь клетки, образуя переходный эпимерит, который вытягива-
ется в корневидный отросток. У видов рода Stylocephalus эпимерит
сохраняется в таком состоянии или заменяется соответствую-
щей иной формой, у видов рода Gregarina он постепенно исчеза-
ет, и тело простейшего все более и более выпячивается из глуби-
ны эпителия. При пиксиниевом типе прикрепления соответствую-
щий корневидный эпимерит образуется таким образом, что перед-
няя часть трофозоита проникает глубоко внутрь клетки тонким
отростком, которым простейшее прикрепляется к эпителию и затем
растет на его поверхности. Пятый тип прикрепления — стенофо-
ровый, когда грегарина проникает к ядру пораженной клетки, в
которой паразит растет. Пораженная им клетка при проходе пи-
тательных веществ захватывает их больше, чем остальные, нако-
нец лопается, и грегарина, пе образуя эпимерит, выходит в ки-
шечник. Грегарины прикрепляются к эпителию кишечника всегда
передним концом тела, имеющим более отчетливую струк-
туру и соответствующим эпимериту. Более отчетливая выражен-
ность этой органеллы, так же как и бороздок, намечающих от-
делы, во многом зависит от плотности среды. В более плотной
гипертонической среде они четче выражены, в менее плотной, ги-
потонической, эта отчетливость уменьшается и даже исчезает. Этой
особенностью в известной мере объясняется и «многочленико-
вость» грегарин, известных из разных видов двукрылых насеко-
мых, объединенных в роды Taeniocystis, Asterophora, Dendrorhyn-
chus. Под толстой кутикулой грегарины имеют тонкие продоль-
ные канальцы, чередующиеся с мионемами. Через канальцы на
поверхность выходит слизь, которой простейшее отталкивается и
плавно передвигается '.
В плазме возле зернистых митохондрий расположен аппарат
Гольджи, развитый намного заметней у мужских особей, чем у
женских, и яйцевидные зерна парагликогена, как резервного ве-
1 Механизм «скользящего» движения грегарин иной, чем описывает Вейзер.
Основой его являются змееподобные изгибы продольных тяжей сократительных
волокон. — Прим. ред.
404
щества. Ядро грегарип в молодом их возрасте пузыревидное, с
зернистым хроматином. Позднее образуется большой нуклеолус.
По мере старения трофозоита цефалин, возникший при образова-
нии протомеритов, видоизменяется в спорадпн, утрачивает эпи-
мерит и высвобождается из стенки кишечника. Этот процесс у
разных полов проходит неодновременно. Первыми освобождаются
мужские особи, которые выносятся из кишечника, захватывая при
этом своим протомеритом еще прикрепленные к эпителию женские
особи. Таким путем образуются пары и целые цепочки взаимно
соединенных разнополых особей
Примит1 2 (первая особь) является «самкой», особи разного
пола различаются по форме и окраске. Плазма мужских особей
ацидофильна, и они окрашиваются красителем Гимза в краснова-
тый цвет, а женские особи в синеватый. Обе особи бывают соеди-
нены последовательно друг за другом, рядом, задними частями
тела или различными отростками. Их тела укорачиваются и рас-
ширяются, создавая общее шаровидное образование, покрываю-
щееся прочной оболочкой, и возникает циста. Внутри цисты оба
индивида изменяются. Их ядра делятся на большое количество-
дочерних ядер, масса плазмы перегруппировывается, ядра пере-
мещаются к поверхности извилисто разделенной массы гамонтов.
Вокруг последних плазма концентрируется в шаровидные или уд-
линенные сгустки. В одних сгустках образуются мужские, в дру-
гих женские гаметы, которые стремятся друг к другу и сливают-
ся. В центре остается относительно большое остаточное тело с ос-
татками раздувшихся ядер. Зиготы, возникшие от слияния гамет,,
округляются и покрываются оболочкой, которая постепенно за-
твердевает и приобретает форму созревшей споры. Дозревание ци-
сты и находящихся в ней спор (спороцисты) происходит обычно-
вне тела хозяина, в его экскрементах. У ряда видов споры выхо-
дят из хозяина еще как одноядерные споробласты и дозревают
лишь при доступе воздуха, образуя внутри спорозоиты.
Спороцисты имеют различную форму и строение. Они могут
быть шаровидной, ладьевидной, цилиндрической, удлиненно-изо-
гнутой или мешковидной формы. У некоторых видов па них могут
быть длинные или короткие отростки. Внутри спороцисты нахо-
дится обычно восемь спорозоитов червеобразной формы, свернув-
шихся вокруг остаточного тела, если оно имеется. Цисты вскры-
ваются обычно одним или двумя отверстиями на полюсах, однако-
лишь у небольшого числа видов оболочка споры имеет два выход-
ных отверстия-клапана.
Остаточное тело в споре обычно совсем незначительное и, ве-
роятно, не играет существенной роли в процессе вскрытия споры,
но эту функцию оно выполняет в цисте (гаметоцисте). Остаточное
тело в воде или в желудочном соке нового хозяина вздувается и
1 Такне попарно сцепившиеся цепочки называются «сизигий». — Прим. ред.
2 Прикрепившаяся к примиту «мужская особь» называется «сателлит».—
Прим. ред.
405-
разрывает оболочку цисты или открывает два клапана ее шва (ес-
ли он имеется, как, например, у видов рода Pyxinia). Иногда раз-
бухшее остаточное тело выдавливает споры из цисты одним или
несколькими спородуктами — приспособлениями по форме и функ-
циям, подобными полярным нитям микроспоридий, которые в спо-
койном состоянии слиты с толстой оболочкой цисты. Под давле-
нием разбухшего содержимого цисты они выворачиваются, как па-
лец перчатки, вдавленный внутрь, выпадают наружу, и из них вы-
брасывается нить спор, склеенных друг с другом остатками
плазмы.
Грегарины передвигаются по выдавленной слизи, иногда остав-
ляя после себя видимые следы. Некоторые виды передвигаются с
помощью мионем, которые последовательно волнообразно сокра-
щаются, обеспечивая передвижение тела. Таким образом, пере-
движение грегарин в кишечнике хозяина не ограничивается пас-
сивным выходом с экскрементами, они и активно ищут соответ-
ствующие источники пищи и пригодный для их развития pH. Хотя
большая часть пищи поглощается через эпимерит, большое зна-
чение имеет влияние химической реакции среды кишечника на
свободную часть тела грегарины. В связи с этим определенные
виды грегарин присущи только определенным же видам хозяев
или лишь определенному отделу их кишечника. Виды некоторых
групп грегарин связаны только с определенными группами хозяев,
как это описано в дальнейшем. Исследование грегарин мучного
хрущака (Tenebrio molitor L.), показало, что Gregarina cnneata
заселяет только участок кишечника с пониженным pH (4,5—5,5),
а в участках с pH 5,5—8,2 ее заменяет другой вид G. steini, при-
чем здесь же можно обнаружить и G. polytnorpha, которой не-
обходимы еще более ограниченные участки с pH 6,4—7,5 [38]. Та-
кая строгая локализация прослеживается лишь иа прикрепивших-
ся к эпителию трофозоитах; до прикрепления грегарины должны
пройти весь пищеварительный тракт от ротового отверстия и до
места «поселения».
Химические свойства среды в какой-то мере определяют и хо-
зяина грегарин, так как споры вскрываются лишь при определен-
ных внешних условиях, а именно когда действие среды разрушает
оболочку споры и тем способствует ее вскрытию. Конечно, после
раскрывания споры возможность заражения хозяина будет зави-
сеть от иных условий: способен ли спорозоит проникнуть в эпи-
телий кишечника и способны ли клетки эпителия перенести при-
сутствие в них паразита.
Простейшие из подотряда Eugregarina не оказывают на ^на-
секомых-хозяев сколько-либо серьезного отрицательного воздейст-
вия. Они медленно размножаются, численность паразитов в ки-
шечнике насекомых относительно невелика, и количество первич-
но пораженных клеток эпителия меньше коэффициента реге-
нерации (числа клеток кишечника, которые обновляются из реге-
нерационного узла). Поэтому из кишечника зараженного насеко-
406
мого, помимо пораженных грегаринами клеток, обычно удаляется
с экскрементами во много раз большее количество непораженных,
но старых клеток, уже не выполняющих свои функции. Лишь в тех
случаях, когда скорость регенерации уменьшается от поврежде-
ния насекомых токсином, неблагоприятных жизненных условий,
старения и т. п., эти грегарины могут накопиться в больших ко-
личествах, по и в этих случаях они не могут быть причиной ги-
бели хозяина.
В насекомых встречаются грегарины из семейств: Gregarinidae,
Hirmocystidae, Stylocephalidae, Actinocephalidae и Diplocystidae,
которых можно различить по следующим признакам.
1 (2) Гаметоцисты в шаровидных цистах в полости тела . . .
Diplocystidae Bhatia.
2 (1) Гаметоцисты также как трофозоиты в кишечнике хозяина.
3 (6) Трофозоиты с простым, недифференцированным эпиме-
ритом.
4 (5) Гаметоцисты с одним или несколькими спородуктами . ..
Gregarinidae Labbe.
5(4) Гаметоцисты без спородуктов, разрываются. Hirmocystidae
Grass6.
6(3) Четко отграниченный эпимерит, вытянутый, с дифференци-
рованным концом или без него.
7 (8) Гаметоциста с двумя оболочками и чашевидным остаточ-
ным телом, из нес высвобождаются псевдоцисты, спороци-
сты в цепочках........................ Stylocephalidae Ellis.
8 (7) Гаметоциста с одной оболочкой, спороцисты правильной
формы, не в цепочках, цисты лопаются..........................
................................Actinocephalidae Lfeger.
Как видно из определительной таблицы, для индентификании
разных групп грегарин этого подотряда необходимо изучить весь
цикл их развития, что, в свою очередь, требует наличия богатого
обильного материала или культивирования простейших на искусст-
венных питательных средах.
Здесь нельзя дать исчерпывающий список описанных видов,
поэтому приходится ограничиться лишь характеристикой отдель-
ных родов.
Семейство Gregarinidae ЬаЬЬё содержит наибольшее число ви-
дов в роде Gregarina Dufour. Это яйцевидно-удлиненные грега-
рины с небольшим коническим эпимеритом, с несколькими споро-
дуктами в толстой оболочке цисты. Спороцисты бочковидные
или веретеновидные, собранные в сомкнутые ряды после прохода
через спородукт. Поражают главным образом тараканов, сверч-
ков, кобылок и саранчу, из которых переходят в жуков преимуще-
ственно из семейств Tenebrionidae, Chrysomelidae и Scarabaeidae.
Следует упомянуть Gregarina acridiorum Leger из разных саран-
човых, G. blattarum v. Siebold из тараканов G. galliveri Watson
из Gryllus abbreviates Serv., G. macrocephala Schneider из сверчка
домового (Gryllus domestica). В жуках сем. Tenebrionidae живут
407
Gregarina stei.nl Berndt, G. polymorpha Stein и G. cuneata Stein.
В хрущах встречается G. melolonthae Lankester. К роду Gregari-
na Грассе [39] и Теодоридес [123] относят и представителей рода
Protomagelhaesia Pinto.
Род Leidinema Watson отличается от предыдущего только тем,
что спороцисты цилиндрической формы и соединение особей в си-
зигии происходит лишь непосредственно перед инцистированием.
L. gryllorum Gufenot встречается в кишечнике сверчка домового;
L. tinei Keilin — в Tineola bisettiella L.; L. ephestiae Daviault — в
амбарной огневке; L. apis Hitchcock — в Apis mellifera L., L. xy-
locopae Bhatia et Setna в пчеле-древогрызе Xylocopa aestu-
ans L.
У видов рода Gigaductus Crawley в гаметоцисте образуется
только один большой спородукт, которым выдавливаются относи-
тельно крупные цилиндрические споры. Первичные молодые гре-
гарииы развиваются в клетках эпителия. Пораженные клетки
увеличиваются с ростом паразита, затем лопаются и высвобожда-
ют трофозоитов [23]. Грегарины этого рода встречаются в ного-
хвостках, жужелицах и сверчках. Вид Gigaductus podurae L6ger—
в ногохвостке Orchesetla villosa, G. gigas Filipponi — в жужелице
Laemostenus atgirus Gory, G. kingi Crawley обнаружен в сверч-
ке Gryllus abbreviatus Serv.
Представители рода Gamocystis Schneider живут в кишечнике
тараканов и поденок. Для них характерно образование переходно-
го протомерита в клетке хозяина. В кишечнике они моноцистидны,
обычно в сизигии. Gamocystis tenax Schneider живет в кишечнике
Blattella japonica L.
Род Anisolobus с видом A. dacnecota Vincent живет в жуках
JDacne rufifrons F. Трофозоит не образует эпимерит, а протомерит
прикрепляется к эпителию широкой присоской.
Семейство Hirmocystidae Grassё.
Это новое семейство объединяет преимущественно паразитов
жуков. Sphaerocystis simplex Leger паразитирует в Cyphon pal-
lidulus Boh., Euspora fallax Schneider в Rhizotrogus aestivus Oliv.
Didymophyes gigantea Stein известен из личинок Oryctes nasicor-
nis L. и достигает длины 1 см. Другие виды значительно мельче.
D. paradoxa Stein из Geotrupes stercorarius и D. leuckarti Mar-
schall из Aphodius prodromus Brahm. имеют длину всего 1 мм.
Грегарины других родов встречаются в чешуекрылых (например,
в Hyalospora Schneider), в равнокрылых (Tettigonospora Smith),
а род Hirmocystis, который характерен длинными цепочками га-
монтов, имеет среди своих представителей паразитов долгоножек,
жужелиц и термитов. Род Enterocystis Zwetkov типичен для пи-
щеварительного тракта поденок. Его первые стадии внутриклеточ-
ные, а последующие имеют малозаметный эпимерит. Соединены в
сизигии уже с ранних стадий. Е. ensis Zwetkov живет в Caenis sp.
Е. racovitzae и Е. fungoides Codreanu содержатся в кишечнике
Baetis vernus Curt. Е. palmata Codreanu встречается в Baetis bu-
408
ceratus, a E. rithrogenae Codreanu в Rhithrogena seniicdlorata
Curt.
Семейство Stylocephalidae Ellis. В это семейство
автором включены грегарины с очень длинным эпимеритом. При
сизигии обе особи обращены друг к другу «лицом». Гаметоциты
имеют двухслойную оболочку, которая разрывается разбухающим
остаточным телом и изнутри высвобождаются неправильнояйце-
видные спороцисты, соединенные своими верхушками в цепочки и
вскрывающиеся по продольному шву на выпуклой стороне. Виды
разных родов этого семейства являются главными обитателями
кишечника жуков из сем. Tenebrionidae и Cucujidae, некоторые
виды живут и в чешуйницах.
Stylocephalus Ellis — типичный род и содержит наибольшее
число видов этого семейства. S. giganteus Ellis достигает длины
1,5 мм, а ее шаровидные цисты — 0,5 мм в диаметре. Обитает в
жуках Eleodes, Asida и некоторых других. В последние годы в
Европе найдены и описаны виды S. mucronata Filipponi из Blaps
mucronata, S. gigas Filipponi и S. reticulatus из Blaps gigas. Из
других видов грегарин, обитающих в насекомых рода Blaps, из-
вестны S. longicollis, S. aestoni Teodoridfes и др.
Виды рода Bulbocephalus Watson имеют на эпимерите сфери-
ческое расщепление и живут в кишечнике плоскотелок и черно-
телок. В Нelops insignis живет Lophocephalus insignis Schneider
с широким диском на эпимерите. Cystocephalus Schneider с меш-
ковидным вздутием — встречается в насекомых рода Pimelia (Cy-
stocephalus algerianus Schneider).
Род Sphaerorhynchus Labbe характерен сферически заканчива-
ющимся длинным эпимеритом. S. ophioides Schneider встречается
в Akis sp.
Представитель рода Oocephalus Schneider — О. hispanus имеет
сферически заканчивающийся короткий эпимерит и живет в Мо-
rica planata. Грегарины родов Lepismatophila Adams et Travis и
Colepismatophila Adams ct Travis живут в кишечнике вилохвосток
и чешуйниц.
Семейство Actinocephalidac Leger — одно из наи-
более крупных семейств подотряда Eugregarina. Обшнй признак
входящих в него видов—их полицистидность и симметричный эпиме-
рит. Ряд видов имеют на конце эпимерита расширенный диск.
У видов рода Actinocephalus Stein эпимерит небольшой, сидящий
на небольшой ножке, с 8—10 короткими острыми шипами или с
пальцевидными выступами. Веретеновидные споры расположены
в цистах, которые вскрываются разрывом оболочки. Живут в ки-
шечнике стрекоз, ручейников, плавунцов, долгоножек, блох и жу-
желиц. A. parvus Wellmer живет в личинках блох. A. dytiscorum
Watson — в личинках плавунцов. A. stelllformis Schneider — в жу-
желицах рода Carabus. Asterophora Lfeger с поперечно-насечен-
ным валиком на конце эпимерита является паразитом ручейников,
водных двукрылых и некоторых жуков.
409
Рис. 44. Типы грегарин (схематически).
А Gregarina blattaruin; 13 — Leidynema apis; В — Gigaductus podurae; Г — гаметоциста
G. podurae; Д — циста с выброшенным спородуктом; Е—Gamocystis tenax (пара); Ж — Ani-
solobus dacnaecola в сизигии; 3 — Enterocystis ensis соединение двух особей; И — Taeniocystis
mira молодая особь; К — Hirmocystis ventricose; Л — Didymophyes gigantea раскрывшая-
ся гаметоциста с вторичными цистами; Л1 — молодой цефалин того же вида; Н — Lophoce-
phalus insignis, созревший цефалин; О — Acanthospora pileata, цефалин; П — Astetophora
phllica; Р — Actinocephalus acutispora; С — Stylocephalus longicollis; T — Taeniocystis mira
старая особь. Споры грегарин: а — Hirmocystis; gryllotalpae; б—Gregarina acuta; в-Gi-
gaductuS podurae; г — Didymophyes gigantea; d — Discorrhychus truncatus; e — Pyxinia
tenuis; ж — Ancyrophora gracilis; з — Prismatospora evansi; и — Tetradospora sciarae.
Pileocephalus Schneider имеет протомерит, оканчивающийся
сердцевидным эпимеритом, живет в ручейниках, тараканах и не-
которых жуках. Грегарины рода Geniorhynclius Schneider из ки-
шечника стрекоз имеют булавовидно оканчивающийся эпимерит,
заросший направленными назад щетинками. Споры у видов этого
рода веретеновидные, удлиненные. Представители рода Phialoides
Labbe имеют длинный хоботовидный эпимерит, па конце которого
круговой воротничок с многочисленными зубчиками. Р. ornate
L6ger встречается в личинках Hydrous piceus L. В жуках встре-
чаются также грегарины из родов Legeria Labbe, Pyxitiia Ilani-
merschmidt, Steinina Leger et Duboscq, Bothriopsis Schneider. Sti-
ctospora provincialis L6ger является паразитом хрущей и других
пластинчатоусых, так же как и Stephanophora lucani Labbe из
Dorcus parallelopipedus L. Виды рода Discorrhynchus Labbe встре-
чаются в ручейниках, род Coleorrhynchus Labbe в водяных кло-
пах. Водные Diptera служат хозяевами грегарин из родов: Schnei-
deria Leger (S. mucronata Leger в Bibio martis L.), Stylocystis Le-
ger (S. praecox Leger из Tanypus sp.), Dendrorhynchus Keiiin
(D. system Keiiin из Systenus sp.) и Taeniocystis Leger (T. mira
Leger из Ceratopogon solstitialis Winn.).
Грегарины многих родов имеют споры с выступающими шипа-
ми и волосками, способствующие их всплыванию на поверхность
воды и закреплению на фильтрующих устройствах хозяев. Это в
большинстве паразиты водных организмов. Corycella Leger живет
в водяных жуках (С. armata с группой шипиков на полюсах ве-
ретеновндных спор в Gyrinus natator). Это Acanthospora Leger
(Л. pileata L6ger из Omophroti sp.), Ancyrophora Leger (A graci-
lis Leger из жуков Carabas auratus L., C. violaceus L.) и Cotnetoi-
des Labbe из плавунцов. Род Prismatophora Ellis, имеющий приз-
матической формы споры с длинными отростками на гранях ти-
пичен для Libellulidae, а виды рода Tetradospora со спорами в
форме тетраедра живут в двукрылых (Т. sciarae Tschudovskaja в
Sciara sp.). Два рода характерны своими серповидными спорами:
род Metiospora Leger с видом М. polyacantha Leger в стрекозе
стрелке Agrion paella L. и род Hoplorhynchus Carus, представи-
тель которого И. oligacanthus Siebold встречается в кишечнике
личинок стрекозы красотки-девушки (Calopteryx virgo L.).
Diplocystidae Bhatia
Это семейство выделено в самостоятельное, в связи с тем что
в него входят виды, являющиеся промежуточными между ранее
описанными непатогенными кишечными формами и настоящими
паразитами из группы Schizogregarina. Виды этого семейства мо-
гут причинять вред своим хозяевам, развиваясь большую часть
жизни в гемолимфе и тканях хозяина и освобождаясь из них лишь
после его гибели. Локализация трофозоитов в тканях хозяина не
относится к первичным признакам, характеризующим виды этой
411
группы, а лишь к вторичным, объединяющим в одно семейство
несколько родов разного происхождения.
Род Diplocystis Kunstler характерен тем, что трофозоиты уже
в ранней стадии округляются и образуют цисты из двух сфери-
ческих, расположенных рядом индивидов. Споры почти шаровид-
ные, с восемью спорозоитами, открываются в кишечнике хозяина,
освобождающиеся спорозоиты проникают в стенки кишечника и
выседают на базальной мембране. Здесь они соприкасаются, сое-
диняются попарно в сизигии и образуют цисты. Весь период раз-
вития циста состоит из двух шариков, которые образуют отдель-
ные зигонты. Цисты увеличиваются в размере и выдаются из эпи-
телия в виде выростов диаметром до 2 мм, затем выпадают из эпи-
телия кишечника в его полость. Здесь они дозревают и образу-
ются гаметы, которые после многократного деления ядер соеди-
няются и начинается редукционное деление. Копулируют гаплоид-
ные гаметы. Споры образуются внутри цисты: у Diplocystis schnei-
deri Kunst, они широкояйцевидные, длиной 7—8 мк, с продольным
швом в форме буквы Y. Высвободившиеся спорозоиты достигают
16 мк. Паразит развивается в тараканах Periplaneta americana L.
и Blatta orientalis L., инфекция передается при пожирании здоро-
выми особями погибших от болезни или гибнущих зараженных,
что свидетельствует о вызревании спор в еще живом хозяине. Дру-
гой вид D. major Cuenot живет в домовых сверчках. Теодоридес и
Ормиерес [125] наблюдали подобное заболевание у Acanthoclisis
baeticus Rb., однако возбудитель не был идентифицирован. В ге-
молимфе пораженных особей находились булавовидные или кор-
необразные с заострениями трофозоиты длиной 700—850 мк, иног-
да даже 1,5 мм, шириной 150—300 мк. В них расположено удли-
ненное ядро размером 20X30 мк с малозаметным ядрышком. Спо-
ры, в массе наполняющие гемолимфу зараженных особей, яйце-
видные, с заостренными полюсами, размером 7,5x7 мк, с про-
дольным швом и без видимых внутренних структур. По-видимому,
это были несозревшие споры, с комочками хроматина на их полю-
сах. Материал, описанный названными авторами, был собран в
окрестностях Баркарес (восточные Пиренеи).
У комаров, обитающих в воде, в дуплах деревьев, например у
Aedes (Finleya) geniculatus Oliv., часто в клетках эпителия ки-
шечника встречается грегарина, известная в литературе как Lan-
kesteria culicis Ross. Ее принадлежность к этому роду, все ос-
тальные виды которого живут в асцидиях, вызывала сомнение,
поэтому Грассе предложил перевести этот вид в род Ascocystis.
Широковеретеновидные споры с 8 спорозоитами открываются в
кишечнике комара, и спорозоиты проникают в клетки эпителия и
там растут. Тело грегарины, лежащее свернутым в кольцо в клет-
ке эпителия, имеет многочисленные перетяжки, создающие впе-
чатление, что тело сегментировано. Сферические цисты этой гре-
гарины, диаметром 80—100 мк, обнаружены в мальпигиевых со-
судах хозяина. В цистах образуется огромное количество ладье-
412
видных спор длиной 12 мк и ши-
риной 4 мк. Каким путем пара-
зит проникает из кишечника в
мальпигиевы сосуды, неизвестно.
Также остается неясным, в ка-
кой мере развитие простейшего
повреждает эпителий кишечника
и превосходит ли степень по-
вреждения клеток их способ-
ность к регенерации.
Миграция трофозоитов в маль-
пигиевы сосуды происходит во
время окукливания личинок ко-
мара; таким образом, цисты об-
наруживаются уже у взрослых
насекомых. Инфекция передается
цистами, которые выделяются из
мальпигиевых сосудов в экскре-
менты комара и распространяют-
ся с ними в биотопе. Помимо Ae-
des geniculatus Oliv., болезнь по-
ражает A. aegypti L. [28, 135] и
A. koreicus. Рей [105] обнаружил
Рис. 45. Цикл развития Lankesteria
culicis:
А —. спорозоит из споры, проникающий в
эпителий. Б—Д ~ спорозоит, внедряющийся
между клеток, проникший в цитоплаз-
му и развивающийся в грегарину. В эпи-
телии кишечника происходит соединение
особей и образование зиготы (£), в кото-
рой постепенно формируются яйцевидные
споробласты (Ж), а в иих веретено видные
споры (<?)•
эту грегарину и в Л. albopictus.
Болезнь известна из южной и восточной Азии, из Африки и Юж-
ной Америки. Другие виды комаров, обитающие в местах прояв-
ления болезни, ею не заражались. Особо благоприятным биотопом
для цист этой грегарины являются дупла в стволах и пнях деревь-
ев, где постоянно имеется влага. Здесь происходит постепенно за-
ражение всей популяции комаров, развивающейся в данной мест-
ности [j59].
Паразит при значительном размножении губителен для своего
хозяина. Ганапати и Тейт [28] обнаружили на дне водоема зара-
женных личинок Aedes geniculatus, сильно поврежденных парази-
том и неспособных к передвижению.
Другой вид Lankesteria mackiei Shortt et Swaminath [118], так-
же перенесенный в род Ascocystis Grasse паразитирует в кишеч-
нике Phlebototnus argentipes Anand. Brun, в Индии. В куколках
этого комара паразит присутствует только в полости тела. К кон-
цу куколочкой стадии образуются зрелые споры, высвобождаю-
щиеся внутри тела и выходящие наружу. По-видимому, этот же
вид обнаружен Миссироли в комарах Phlebototnus papatasii Scop,
в Италии.
Следующая группа пока недостаточно изученных грегарин от-
носится к роду Pseudomonocystis Grasse. Их стадии развития по-
добны роду Monocystis, но вместо представителей класса Oligo-
chaeta, являющихся обычными хозяевами названного рода, пора-
жают насекомых. В полости тела хозяина образуются сфериче-
ские цисты, содержащие ладьевидные споры. Трофозоиты извест-
413
ны только из цист. Леже [62] обнаружил в личинках и имаго дол-
гоножек Tipula oleracea L. большое количество цист, содержащих
споры типа Monocystis. В дальнейшем подобные организмы обна-
руживали в разных видах жуков, преимущественно жужелиц.
Бланшар описал такую грегарипу как Monocystis legeri из полос-
ти тела Carabas auratus L. и Pterostichus niger L. В последнем
хозяине подобные цисты обнаружили Уиллмер и Форстер, Пюнс-
сеггор обнаружил цисты диаметром 1,5 мм в полости тела жуков,
из сем. Gcotrupidae и Cetonia sp., содержащие ладьевидные спо-
ры размером 20x10 мк [124].
Иной вид грегарины, которую мы относим к роду Pseudomono-
cystis, обнаружен Вейзером в полости личинок Hoplia sp. в окре-
стностях Цюриха [147]. Личинки, зараженные этим простейшим,
внешне отличались по обилию беловатых дисковидных цист под
кожным покровом, главным образом с боков, возле дыхалец па
брюшке вокруг ректального мешка. При надавливании личинки
цисты перемещались в сторону. Цисты, освобожденные при вскры-
тии личинок, имели шаровидную форму, диаметром 0,3—0,6 мм и
свободно висели на тонких разветвлениях трахей, окруженные
мелкими частицами жировой ткани. Цисты заключены в прочную
оболочку толщиной 10—12 мк, в которую проникли тонкие отрост-
ки трахей. Инвазия трофозоитов в жировое тело приводит к его
разрушению и обеднению запасов жира в организме. Внутри ци-
сты находятся зигонты грегарин, расположенные попарно в виде
шаровидного образования. Ядра обеих зигонтов делятся, их плаз-
ма приобретает пенистую структуру, и дочерние ядра рассеива-
ются по телу зигонта. В более темно окрашенных «мужских» осо-
бях образуется большое число вакуолей. Тело зигонта делится не-
одновременно, в нем остаются островки плазмы с ядрами,
отставшие в делении, которые преобразуются в кружевную струк-
туру с ядрами в местах плазматических соединений. После про-
хождения этой стадии вся масса распадается на шаровидные спо-
робласты и граница между двумя зигонтами исчезает, но оболоч-
ка первоначального зигонта остается, утоньшается и преобразует-
ся в тонкую пленку. Внутри цисты происходит образование спор
до стадии приобретения ими ладьевидной или яйцевидной формы с
одним ядром. Плазма такого споронта имеет пенистую структуру,
а его размеры 13—15x4,5 мк. В теле хозяина дифференциации
цист не происходит. Лишь после гибели и разрушения тела хозя-
ина при доступе воздуха развитие спор закапчивается. Ядро триж-
ды делится, образуя 8 дочерних ядер, из которых внутри споро-
цисты образуется 8 спорозоитов. Веретсповидные споры вскры-
ваются на полюсах. В цистах, отрепарированных из хозяина и пе-
ренесенных в воду, развитие спор длится 3 дня. Количество цист
в одной личинке Hoplia sp. составляет 6—15. Число спор в одной
цисте достигает нескольких сотен (500—1000 спор). Действие па-
разита на хозяина подробно не изучено, потому что возбудителя
невозможно культивировать в лаборатории. Пораженные особи
414
имели слаборазвитое жировое тело или же оно совсем отсутство-
вало.
При исследовании болезней хрущей во Франции, проведенном
Юрпэном и др., был обнаружен тот же вид грегарин в личинках
майского хруща. Болезнь протекала, как и у НорНа. В теле пора-
женных особей цист было намного больше. При анатомировании
одной особи Вейзер выделял от 76 до 130 цист, свободно лежащих
в полости тела на концевых ответвлениях трахей. Цисты были бе-
лые, диаметром 0,6—1 мм. Споробласты созревали в спороцисты
в течение 3—4 дней, после извлечения из тела личинок. Размеры
спор (13—15X4—5 мк) и их форма такие же, как и у рода Pseu-
domonocystis из НорНа sp. Во Франции эта болезнь встречается
редко. Пораженные ею личинки хрущей в последнем возрасте жел-
теют и имеют очень небольшое жировое тело. Особи с большим
количеством цист не заканчивали личиночного развития и погибали.
Из этого можно сделать вывод об определенной патогенности гре-
гарины для личинок хруща, особенно для небольших, ослаблен-
ных особей. Заражение личинок происходит через пищу, загряз-
ненную остатками погибших от болезни личинок. Когда такие ос-
татки концентрируются в оптимальных для развития личинок
очагах, возможно заражение других хозяев.
SCHIZOGREGARINA LEGER — СХИЗОГРЕГАРИНЫ
Эти грегарины, развитие которых связано с тканями хозяина,
размножаются в них путем одной или двух схизогоний за счет
тканей хозяина. Это видно из следующих сопоставлений. У видов
из группы Eugregarina из одной споры выходит 8 спорозоитов, из
которых развивается 8 трофозоитов с образованием в конце раз-
вития 4 цист и лишь в цисте увеличивается количество зародышей
до нескольких сотен и даже тысяч. Тело хозяина не очень страда-
ет от расходования питательных веществ, необходимых для раз-
вития указанного количества спор, так как поглощение этих ве-
ществ паразитом происходит в кишечнике. У схизогрегарин из
одного спорозоита в течение первой схизогонии образуется не-
сколько сотен, а в течение следующей схизогонии несколько ты-
сяч вегетативных особей паразита, которые соединяются в сизигии
и образуют в цисте споры. При таком размножении возможно, что
в цисте образуется лишь одна спора вместо обычных 2—30, а в
исключительных случаях более 100 спор. Учитывая, что паразит
для развития всех особей различных стадий потребляет ткани хо-
зяина, включение схизогрегарин в энергетический режим заражен-
ной ими особи сказывается весьма ощутимо.
Из 18 известных в настоящее время родов схизогрегарин 11 па-
разитируют на насекомых, развиваясь в тканях жирового тела, в
полости тела, в стенках' кишечника, или в мальпигиевых сосудах.
Развитие схизогрегарин. В первой схизогонии основной исход-
ной формой является плазмодий, образующийся из спорозоитов,
415
проникших в полость тела или органы хозяина из кишечника. Чер-
веобразный спорозоит в тканях округляется, а у видов, сидящих
на эпителии, дисковидно уплощается и медленно погружается в
эпителий. Его ядро интенсивно делится, и возникают плазмодии,
содержащие по нескольку сотен ядер. Ядра перемещаются к по-
верхности плазмодия, и вокруг каждого из них скапливается плаз-
ма в форме пальца. В этой стадии развития отсутствуют продоль-
ные мионемы, паразит не очень подвижен и развивается в том ме-
сте, где прикрепился спорозоит.
Пальцеобразный мерозоит, сдвигаясь с поверхности плазмодия,
отделяется от него, а на его место из глубины плазмодия мигри-
рует новое ядро, и образуется новый мерозоит. Мерозоиты первой
схизогонии у интрацеллюлярпых видов сферические, у эпицеллю-
лярных — веретеновидные, грегарипоидные. Они имеют пенистую
плазму и относительно большое ядро. Они достаточно подвижны,
что позволяет им передвигаться по поверхности эпителия, и, най-
дя свободное место, мерозоит прикрепляется. У некоторых видов
он внедряет в ткани под поверхность эпителия корневидные от-
ростки, которые часто образуют систему всасывающих тонких ни-
тей, служащих и для прикрепления колоколовидного тела парази-
та к стенке кишечника. Такой тип схизогонии встречается у схизо-
грегарин из родов Ophryocystis, Menzbieria, Lipocystis, Mattesia,
Farinocystis и Machadoella. У видов других родов спорозоит пре-
вращается непосредственно в схизонт, который при вышеописан-
ной схеме возникает из плазмы. Эти схизонты переходят во вто-
рую схизогонию. Во второй схизогонии из удлиненных веретено-
видных схизонтов вновь развиваются объемные плазмодии, обычно
сферической формы, с многими ядрами, образующимися последо-
вательным делением ядра схизонта. Ядра равномерно размещены
по всему плазмодию, и он распадается на такое количество ме-
розоитов, сколько в нем содержится ядер. Червеобразные меро-
зоиты имеют функции, подобные трофозоитам грегарин. Они спо-
собны ползать и углубляться в пораженные ткани, при этом по-
степенно развиваются в молодые гамонты. У видов, свободно
живущих в полости тела насекомых, мерозоиты отделяются из гроз-
девидно распадающегося плазмодия. У других видов, главным об-
разом из родов Farinocystis и Machadoella, ядро плазмодия хотя
и делится на несколько дочерних ядер, но вокруг них не образу-
ются обособленные участки плазмы и мерозоиты, а весь плазмодий
преобразуется в многоядерный гамонт, который соединяется с дру-
гим таким же многоядерным образованием.
Из признаков стадий развития второй схизогонии следует упо-
мянуть мионемы у грегариноидных особей (Machadoella), из ко-
торых постепенно созревают гаметоцисты, с цитоплазмой пенистой
структуры. При гамогонии схизогрегарин соединяются два одно-
ядерных или многоядерных гамонта, одинаковые по форме. Встре-
тившиеся два гамонта расширяются до шарообразной формы,
затем в месте своего соприкосновения уплощаются и образуют сов-
416
местно одну сферическую цисту, окруженную очень тонкой, соз-
данной паразитом оболочкой. Ее анизогамия выражена более или
менее заметно у всех родов семейства. У некоторых родов, на-
пример Schizocystis, микрогаметы грушевидной формы и снабже-
ны коротким жгутиком. У видов рода Farinocystis «мужской» га-
монт окружает «женский» в виде сферической оболочки. Виды рода
Syncystis имеют один гамонт более темной окраски и с замет-
ными, очень сконцентрированными ядрами, а второй, по-видимому,
«женский», крупнее, слабее окрашенный, с редко рассеянными яд-
рами. В цисте из гамет образуется плазмодий с двумя и до не-
скольких сотен ядер, распадающийся затем на одноядерные гаме-
ты, которые попарно соединяются и образуют споры.
У видов, образующих одну спору в цисте, остаток зиготы вы-
полняет функции оболочки споры.
Спорогония начинается с того, что в цисте после слияния га-
мет вокруг каждой зиготы образуется тонкая пленка, которая по-
степенно затвердевает; из нее формируется оболочка споры. Вну-
три споры одноядерный споробласт вновь делится, и возникают
4—8 червеобразных спорозоитов с ядром, лежащим в первой тре-
ти их длины. У спор некоторых видов спорозоиты, расположенные
по длине споры, укреплены на двух ножках, выходящих из вер-
шин споры. У других видов все спорозоиты подвешены тонким
концом к одному полюсу остаточного тела споры и висят, подоб-
но грозди бананов. Форма споры соответствует расположению в
ней спорозоитов. Веретеновидные споры содержат спорозоиты,
расположенные в чередующемся порядке, сидящие на ножках,
иногда слегка спирально скрученные. Если спорозоиты собраны
в гроздья, заключающие их споры широкояйцевидной формы, с
тонкой оболочкой, разрывающейся при вскрытии споры.
У некоторых родов (Syncystis) на вершинах спор имеются
мелкие шипнки.
Таксономия схизогрегарин. Для определения видов следует
руководствоваться признаками, появляющимися в течение всего
цикла развития исследуемого организма, используя для этого се-
рии анатомических срезов, а также наблюдения за развитием.
При достаточном знакомстве с материалом определять отдельные
стадии схизогрегарин относительно нетрудно. Для определения
родов схизогрегарин можно пользоваться следующим ключом.
1 (12) Схизогрегарины с двумя морфологически различными
(микро- и макронуклеарными схизогониями ... Ophryocy-
stidae Leger et Duboscq.
2 (9) Формы второй схизогонии отличаются от трофозоитов, га-
метоциты в начале копулирования одноядерные ... (Oph-
ryocystinae)
3 (4) Трофозоиты и схизонты с псевдоподобными выростами,
циста с одной спорой . Ophryocystis Schneider.
4 (3) Трофозоиты и схизонты без псевдоподий. Цисты в боль
шинстве многоядерные.
27 Я Вейзер
417
5 (6) Трофозоиты с признаками псевдомеритов, в цисте 1—2 спо-
ры ...........................................Mattesia Naville.
6 (5) Трофозоиты без псевдомеритов, в цисте более 2 спор.
7 (8) Цисты содержат не более 40 спор ... Menzbieria Bogo-
yavlenskij.
8(7) Цисты содержат более 40 спор, обычно 200—ЗООспор ...
..............................................Lipocystis Grell.
9 (2) Формы второй схизогонии такие же, как трофозоиты, но
число ядер увеличено. Гаметы в начале копулирования
многоядерные ..... . . . Machadoellinae.
10 (11) Трофозоиты червеобразные, с продольными мионемами,
гаметоциты при копулировании 4-ядерные, в цисте обычно
4 споры.................................Machadoella Reichenow.
11 (10) Трофозоиты сферические, без мионем, гаметоциты обычно
8-ядерные. В цисте около 30 спор ... Farinocystis Weiser.
12 (1) В цикле развития только одна морфологически отличаю-
щаяся схизогонии (макронуклеарная), трофозоиты грега-
риноидного типа, широкие . . Schizocystidae L6ger et Du-
boscq.
13 (16) Трофозоиты грегариноидного типа, с псевдомеритом, спо-
ры яйцевидные, спорозоиты соединены в гроздья на одном
полюсе споры ..................................Caulleryellinae.
14 (15) В цисте одна спора..................Tipulocystis Кгатйг.
15(14) В цисте 8 спор.......................Cautleryella Keilin.
16 (13) Трофозоиты не грегариноидного типа, без псеводомерита,
споры веретеновндные, спорозоиты прикреплены к обоим
полюсам споры.
17 (20) Трофозоиты шаровидные или овальные.
18 (19) Споры веретеновндные, на каждом полюсе 4 отростка, в
одной цисте более 100 спор ... Syncysiis Schneider.
19 (18) Споры веретеновндные до яйцевидных, без отростков, в
цисте 16 спор ...............................Lipotropha Keilin.
20 (17) Трофозоиты удлиненно-лентовидные, распадаются на груп-
пы мерозоитов. В цисте 32 споры . Schizocystis Leger.
Большинство приведенных родов изучено морфологически, но
очень мало исследовано с точки зрения их воздействия на хозя-
ина.
Виды родов Mattesia, Menzbieria, Lipocystis, Farinocystis,
Syncystis и Lipotropha паразитируют в жировом теле, Ophryocys-
tis, Machadoella и некоторые виды из Mattesia живут в мальпи-
гиевых сосудах, Cautleryella, Tipulocystis и Schizocystis можно об-
наружить в кишечнике хозяев. Схизогрегарины поражают разные
группы насекомых-хозяев, но в большинстве они довольно узко
специализированы. Передаются они от больной особи здоровой
через пищеварительный тракт разными путями в зависимости от
условий обитания. В одних случаях это может быть общий корм,
как, например, для паразитов вредителей запасов, в других — во-
да водоемов, где живут зараженные особи. Частый способ переда-
418
Рис. 46. Развитие схизогрегарин рода Ophryocystis:
Л— В — микронуклеарные и грегарипоидные схизонты; Г — гаеметоцит; Д~Ж — соединение
гамет и развитие споры в цисте; 3 — созревшая спора со спорозоитами.
чи инфекции — пожирание здоровыми особями больных или погиб-
ших; передача инфекции возможна также при уколах насекомых
яйцекладом паразитических перепончатокрылых.
Ophryocystis Schneider
Этот род, главным отличительным признаком которого служит
наличие в цисте только одной ладьевидной споры, объединяет
паразитов мальпигиевых сосудов жуков. Спорозоиты (8 в каждой
споре) мигрируют через кишечник хозяина в мальпигиевы сосуды
и на поверхности их эпителия образуют шиповидные, позднее
плоские многоядерные плазмодии первой схизогонии. Ядра плаз-
модия мигрируют к его поверхности, и вокруг них формируются
пальцевидные мерозоиты. Отделяясь от плазмодия, мерозоиты осе-
дают вокруг на эпителий сосудов. В месте соприкосновения с эпи-
телием паразит образует корневидные выросты, ризоподии, кото-
рыми прикрепляется к ткани хозяина. Ядра мерозоитов пузыре-
видные, с округлым ядрышком. При последующем делении ядра
возникают многоядерные схизонты второй схизогонии, с крупными
ядрами, образующие ризоподии. Схизонты вновь делятся, и из од-
ноядерных меронтов вырастают вначале каплевидные, позднее чер-
27*
419
веобразные, удлиненные меронты, подобные грегариноидным ме-
ронтам других видов. Когда тело меронта достаточно нарастает,
оно округляется, и возникает сферический гаметоцит. Гаметоциты
соединяются в пары таким образом, что плоскости их соприкосно-
вения образуют «экватор» удлиненной цисты. В цисте гаметоциты
остаются отделенными друг от друга, пока происходит деление
ядер на два. Одно ядро мигрирует к поверхности и погибает, в то
же время другое ядро растет и, окруженное плазмой, приближа-
ется к перегородке (гамета). Деление редукционное, и после сли-
яния двух гаплоидных гамет образуется шаровидная зигота, кото-
рая позднее удлиняется в веретеновидную, приобретая форму бу-
дущей споры. Ядро в ней делится на 8 дочерних ядер и образуется
8 червеобразных спорозоитов. Циста пе имеет прочной оболочки.
Оболочка споры утолщенная, на полюсах имеются чечевицеобраз-
ные утолщения. У краев этой чечевицы оболочка споры тоньше, и
здесь она разрывается при вскрытии споры под воздействием же-
лудочного сока хозяина.
Виды этого рода способны передвигаться на разных этапах
развития. Прежде всего это спорозоиты и амебоидные подвижные
первые и вторые меронты в период, когда они мигрируют к стен-
кам мальпигиевых сосудов. Молодые гаметоциты способны пере-
двигаться в сосуде в поисках пары. Развитие болезни в хозяине
длится долго, созревшие споры выходят из сосудов в кишечники
с экскрементами выделяются наружу. Паразит не причиняет хозя-
ину заметных повреждений, его воздействие сводится лишь к по-
глощению питательных веществ и уменьшению активно функцио-
нирующей поверхности мальпигиевых сосудов. Пораженные сосуды
расширяются, но ткань их эпителия не изменяется. Обычно бо-
лезнь не вызывает гибели хозяина. Пораженные особи развивают-
ся до окукливания и превращаются во взрослых насекомых. Ин-
фекция с экскрементами переносится на корм. В настоящее время
известно 9 видов этого рода, различающихся главным образом по
поражаемым ими хозяевам и формам схизогонии и гамогонии.
Споры у разных видов очень похожие, ладьевидные, длиной
8—14 мк и шириной 6—7 мк.
Вид Ophryocystis buetschlii A. Schneider паразитирует на В laps
sp. О. francisci Schneider живет в Akis algeriana и A. acuminata.
О. schneideri Leger et Hagenmiiller известна из Blaps gibgas, О. ha-
genmuelleri Leger — из Scaurus tristis, O. mesnili Lfeger — из
мальпигиевых сосудов мучного хрущака (Tenebrio molitor), О. ре-
rezi Leger — из Dendarus tristis, О. hessei Lfeger — из Omophlus
brevicollis и О. duboseqi — из разных видов долгоносиков рода
Otiorrhynchus (О. meridionalis, О. ligustici, О. fuscipes Oliv.). Де-
тальные данные о распространении этих грегарин в литературе от-
сутствуют, так же как и сведения о их специализации.
Схизогрегарины этого рода сопутствуют массовым размноже-
ниям своих хозяев. Внешние симптомы болезней отсутствуют, диаг-
ноз возможен путем исследования экскрементов жуков.
420
Mattesia Naville
Этот род содержит эпицеллюлярных и интрацеллюлярных па-
разитов. Первая схизогония характерна грибообразными плазмоди-
ями, которые у эпицеллюлярных видов покрывают эпителий маль-
пигиевых сосудов, а у тканевых паразитов образуются большие
микронуклеарные плазмодии. С распадом плазмодиев возникают
овально-сферические меронты, которые прикрепляются пуговице-
видными псевдомеритами к стенке сосуда и вырастают в ленто-
видные схизонты грегариноидного типа, и, помимо того, образуют-
ся небольшие яйцевидные плазмодии с увеличенными ядрами.
Свободные грегариноидные схизонты отделяются от стенок сосуда,
округляются, и в них происходит деление ядер. Возникают 8-ядер-
ные сферические плазмодии, в которых дифференцируются широ-
коверетеновидные гаметоциты. В тканях эти плазмодии крупнее и
содержат до 30 ядер, из которых при делении плазмодия разви-
ваются веретеновидные трофозоиты, мигрирующие через ткани и
оседающие, пройдя некоторое расстояние, а затем образующие
макрогамету, с которой соединяется одна из находящихся вокруг
микрогамет. Обе гаметы оседают одна около другой, вырастают
до одинакового размера, их плазма приобретает пенистую струк-
туру, ядро редуцирует хроматин, остаток которого сохраняется на
поверхности гамет в местах их соприкосновения. В результате сли-
яния двух гамет образуется сферическай циста, из которой разви-
ваются 2 споры (в редких случаях одна) ладьевидной формы, с
8 спорозоитами, лежащими между полюсами. Род Mattesia типи-
чен для бабочек.
Mattesia povolnyi Weiser встречается в подсолнечниковой мо-
ли (Homeosoma nebulellutn Hbn.). На поле подсолнечника в юж-
ной Словакии при осмотре 400 растений было собрано всего 7 гу-
сениц моли, из них 5 были заражены этим паразитом. В местах
интенсивного размножения "моли в окрестностях г. Брно 90% гу-
сениц было заражено схизогрегариной. Болезнь распознают по на-
личию в экскрементах гусениц веретеновидных спор (11x5,6 мк).
При вскрытии гусениц видны расширения мальпигиевых сосудов
в местах поражения схизогрегариной [136]. Части сосудов, выде-
ляющие секрет, не поражаются, однако тонкостенные реабсорби-
рующие части сосудов заполняются массой паразитов, которые об-
разуют сомкнутый нарост на стенках сосудов, снижая их реаб-
сорбционную способность, что приводит к обеднению организма
водой. При массовом заселении паразитами сосудов они повреж-
даются в такой степени, что гусеницы погибают в последнем воз-
расте. Болезнь снижает численность популяции подсолнечниковой
моли не только в периоды ее массового размножения, но и в годы
депрессии, доказательством чего служит высокий процент боль-
ных особей при низкой численности популяции. Инфекция пере-
дается при загрязнении зараженными экскрементами яиц, откла-
дываемых самкой. Отрождающиеся гусенички, прогрызая оболоч-
421
Рис. 47. Развитие Mattesia povolnyi:
1, 2 —плазмодии в стейке мальпигиевых сосудов; 3— распад на мерозоиты; 4 — грегарино-
идные схизонты на стенке мальпигиева сосуда; 5 — схизоит в начале образования плазмо-
дия (6, 7) второй схизогонии; 8, Р —гамонты; /0, // — соединение гамет; /2, 13 — развитие
зиготы; 14, 15 — дифференциация спор в цисте; 16 — природная спора- /7 — окрашенные
спорозоиты в споре.
ку яйца, заражаются. В других органах хозяина паразит не встре-
чается.
Mattesia dispora Naville (синоним Coelogregarina ephestiae
Ghelelovitch), паразит жирового тела амбарной огневки (Ephestia
kuehniella Zeller) и Plodia interpunctella Hbn., а эксперименталь-
но перенесена на большую вощинную моль и Achroia grisella
Fabr. В образцах, взятых из складов, эта болезнь встречается
очень часто. Пораженные гусеницы перламутрово-белого цвета,
их тело менее упруго, размягченное. Вначале больные гусеницы
менее подвижны, позднее оплетаются паутиной, в которой поги-
бают. Мертвые гусеницы съежившиеся, укороченные, розового до
кирпичного цвета, высыхают и затвердевают. В мазках из таких
особей можно обнаружить массу челноковидных спор размером
11,5—14X6,5—7,5 мК, более вогнутых с одной стороны. На полю-
сах спор имеются чечевицеобразные утолщения, которые при
вскрытии споры, отпадая, образуют перед выходом спорозоитов
оконца. Гемолимфа пораженных особей заполнена червовидными
грегариноидными схизонтами (трофозоитами), вышедшими из по-
раженных тканей и разносимых по телу гемолимфой. Споры от-
крываются в кишечнике в месте под жировым телом, и в нем над
этим участком появляется первый очаг инфекции. Из этого очага
422
схизонты распространяются фронтально во все стороны, заполняя
все тело хозяина. Пораженные клетки прежде всего утрачивают
жировые вакуоли [137] — заполненные плазмой клетки хорошо
заметны в остатках жирового тела. Постепенно клетки заполня-
ются схизонтами и спорами паразита. При искусственном зараже-
нии этим паразитом насекомых [127] некоторые авторы принимали
плазматизированное жировое тело в связи с изменением его внеш-
него вида за новообразование. Фагоцитоз в теле хозяина происхо-
дит лишь в начальной фазе заражения. Туманов наблюдал в Ach-
roia grisella Fabr. образование шаровидных цист, в которых про-
исходило уничтожение заключенных внутри разных стадий раз-
вития схизогрегарины. Однако эти защитные меры организма-хо-
зяина не могут прекратить развитие болезни. Болезнь развивается
относительно медленно. Лишь через 14 дней после заражения гу-
сениц 3-го возраста в них образуются первые споры. Гибель
больных особей происходит через 20 и более дней. В природных
условиях инфекция передается с кормом (споры из мертвых гусе-
ниц, размолотых с зерном, при поедании гусеницами погибших
от болезни особей) или при уколах паразитов. Туманов [127] на-
блюдал такое заражение Achroia grisella хальцидой Dibrachys
boucheanus Ratz. Грош [41] наблюдал скопления спор Mattesia
dispora (но не Stempelia magna) в кишечнике Habrobracon jug-
landis Ashm., паразитировавших в гусеницах амбарной огневки.
Споры схизогрегарины не перевариваются в кишечнике этойхаль-
циды и накапливаются в ректальном мешке се личинки за счет
запасов жира. Из-за недостатка питательных веществ, необходи-
мых для метаморфоза, личинка погибает, не закончив развития.
Споры Mattesia dispora очень устойчивы к внешним воздейст-
виям. В трупах насекомых или в муке, где размолоты также и
мертвые гусеницы, они сохраняются более года. Оптимальная для
спор температура от 0 до 10° С, а температура 30° С неблагоприят-
на. Болезнь для гусениц огневки
смертельна. Гусеницы, заразив-
шиеся в 1-м или 2-м возрасте, по-
гибают через 15—20 дней, т. е.
в 3—4-м возрасте; при более
позднем заражении гусениц они
погибают непосредственно перед
окукливанием. Болезнь иногда
переходит и на взрослых насеко-
мых — возбудителя выделяли из
остатков их жирового тела, одна-
ко их гибели она пе вызывает.
Поскольку количество откладыва-
емых яиц зависит от величины
жирового тела, самки, содержа-
щие схизогрегарин, менее плодо-
Рис. 48. Различие в расположении
спор Mattesia dispora (Л) и Far у по-
cystis tribolii
423
Рис. 49. Цикл развития Mattesia dispora:
! — спорозоит; 2—5 — стадии первой схизогонии; 6—8 — вторая схизогонии; 9 •— грегарииоид-
иый схизонт; 10, // — гаметы; 12— зигота; 13» 14 — обмен ядер в знготе; 15, 17—в диспо-
ральиой и 18, 19 — в моноспоральиой цисте; 20 — созревшая спора.
виты. При анализе зараженности популяции на разных стадиях
развития насекомых установлено, что если гусеницы заражены на
80—90%', то взрослые особи едва на 5%. Инфекция постоянно со-
храняется в складах зерна и муки в укрытиях, где скапливается
большое количество гусениц и где условия для них оптимальны.
Из этих очагов при размножении насекомых инфекция распрост-
раняется во всей развивающейся в складе популяции вредителя
и вызывает массовую гибель [138, 144].
Финлейсон [25] обнаружил Mattesia dispora в Laemophloeus
Oliv. и L. ferugineus Stephen. Для искусственного заражения сле-
дует использовать платиновую петлю, которой берут каплю густой
водной суспензии спор и переносят ее на ротовой аппарат моло-
424
дой гусеницы. После заражения гусениц нужно содержать на
стерилизованной муке с добавлением сухих дрожжей, чтобы из-
бежать их возможного заражения неконтролируемым материалом.
Третий известный вид Mattesia orchopiae Dasgupta является
паразитом блох Orchopeas wickhami, живущих на серой белке в
Англии. Схизогрегарина поражает жировое тело блохи, где проте-
кает схизогонии и в стадии грегариноидного трофозоита мигриру-
ет в мальпигиевы сосуды, где образуются сферические гаметы.
В шаровидных цистах из зиготы возникает единственная яйцевид-
ная спора с толстой оболочкой и 8 ядрами спорозоитов.
Мак-Лафлин при разведении в лаборатории розового червя
(Pectinophora gossypiella Saund.) обнаружил еще один вид гре-
гарины со спорами, имеющими пробочки на полюсах.
Menzbieria Bogoyavlenskij
Этот род был описан по виду, который поражает водных кле-
щей из рода Hydrachna. Menzbieria chalcographi Weiser известна
из жирового тела короеда Pityogenes chalcographus L. Формы,
развивающиеся при схизогонии, очень близки формам рода Mat-
tesia. Сферические многоядерные схизонты образуют рой черве-
образных меронтов, проникающих в окружающие жировые ткани
и вырастающих в новые плазмодии с пенистой плазмой и крупны-
ми ядрами. После второй схизогонии меронты округляются и вы-
растают в сферические гаметы, которые соединяются в шаровид-
ных цистах. В цисте образуется 62 споробласта, лежащих на по-
верхности зиготы, из остатков которой в середине формируется
остаточное тело. Споры яйцевидные, размером 12x8 мк. На од-
ном полюсе имеется небольшая пора, через которую выходят спо-
розоиты. В одной споре содержится 8 червеобразных спорозоитов
длиной 12—15 мк.
Пораженные болезнью особи внешне ничем не отличаются от
здоровых, и лишь путем микроскопирования серий срезов можно
установить наличие в них паразита. Степень распространения бо-
лезни у исследованных жуков достигала 3%- В личинках инфек-
ция не была обнаружена. Жировое тело жуков постепенно цели-
ком заполняется цистами паразита. Мышечные ткани дегенериру-
ют, кишечник отодвинут в сторону и сдавлен. На срезах видно,
что болезнь начинает развиваться в хозяине в нескольких цент-
рах, в которых находились более старые стадии развития, по пе-
риферии этих центров преобладали молодые стадии [141].
Lipocystis Grell
В жировом теле Panorpa communis L. Грелль обнаружил круп-
ные плазмодии L. polyspora Grell со многими ядрами и цисты со
100—200 яйцевидными^ спорами, утолщенными на полюсах, в ко-
торых продольно расположено 8 спорозоитов. Размер спор 9—12Х
Х5—6 мк. Жировое тело взрослых насекомых было заполнено
425
Рис. 50.
рровая схизогонии; 7—10 — вторая схизогонии;
*• * ЛЛ Г, « п —94 «
Цикл развития Menzbieria chalcographi:
—с::::сог22""; I/—/4 — копуляция гамет; 15—19 — спо-
рогоиия; 20-21'— отверстия "спор” 22-24 — деление ядер спорозоитов.
паразитами. Болезнь чаще поражает личинок, а во взрослых осо-
бях опа проявляется лишь в тех случаях, когда заражение личи-
нок было недостаточно сильным и они не погибли до последней
линьки. Инфекция может передаваться и при высасывании боль-
ных особей здоровыми. Болезнь известна из ГДР.
Machadoella Reichenow
Род Machadoella известен из мальпигиевых сосудов кровосо-
сущих клопов сем. Reduviidae. Все стадии паразита развиваются
на эпителии и свободно в полости сосудов. Из червеобразных спо-
розоитов вырастают сферические схизонты с многими ядрами и
вакуолированной плазмой, которые распадаются на яйцевидные
мерозоиты. Из мерозоитов вырастают длинные червеобразные тро-
фозоиты с продольными мионемами, в которых ядра делятся и
расходятся по длине трофозоита. Средняя часть трофозоита ша-
ровидно расширяется, оба конца втягиваются, образуя многоядер-
ный грушевидный гаметоцит, в котором в результате соединения
многоядерных гамонтов образуются зиготы. Циста сферической
формы, и внутри нее появляется 3—6 спор, вначале яйцевидной,
а по мере затвердения оболочки ладьевидной формы с утолщенны-
ми полюсами. У вида Machadoella triatomae Reichenow размер
спор 10—11X7—7,5 мк. Эта схизогрегарина поражает мальпигие-
вы сосуды личинок, нимф и взрослых особей клопа Triatoma dimi-
Рис. 51. Machadoella triatomae,
А — схизонты; Б, В — развитие трофозоитов; Г, Д — деление ядер и закругление трофо-
зоитов; Е— копуляция многоядериых гамет; Ж, 3 — зигота; //, К —образование спор
в инете; Л — дифференциация содержимого споры; М — спора в природе [106].
diata Latr. в Гватемале. Болезнь наблюдалась также на Eutria-
toma maculata в Венесуэле [79]. В клопах Spiniger sp. в Бразилии
встречается вид М. spinigeri Machado [77].
Пораженные сосуды, так же как и при заражении схизогрега-
ринами из рода Ophryocystis, снижают реабсорбцию жидкостей,
что ослабляет хозяина. При сильном поражении возможна и ги-
бель хозяина. Паразит переносится с экскрементами и при выса-
сывании больных личинок здоровыми.
Farinocystis Weiser
Паразит связан с жировым телом вредителей запасов из сем.
Tenebrionidae. В процессе схизогонии можно обнаружить большие
яйцевидные или неправильной формы плазмодии Farinocystis tri-
bolii Weiser с многими ядрами, после деления которых выросшие
шаровидные меронты преобразуются в новые сферические схизон-
ты с крупными ядрами.
Из сферических 4—6-ядерных схизонтов развиваются гамето-
циты и соединяются попарно, причем один гаметоцит всегда сер-
повидно обвивает другого. Здесь же можно обнаружить случаи,
когда один гаметоцит (мужской) образует оболочку другого. Воз-
никающая шаровидная циста отличается большим количеством
хорошо заметных ядер, вокруг которых постепенно образуется
8—16 или 32 споры, объединенные тонкой пленкой в шаровидную
цисту. Эта пленка при изготовлении мазков разрывается, и в пре-
парате всегда видны только одиночные споры веретеновидной фор-
мы, размером 13x6 мк, закрытые на полюсах шаровидными про-
бочками, подобно яйцам власоглава. Споры открываются в этих
пробочках, и из них выходит 8 булавовидных спорозоитов. Назва-
ние Triboliocystis garnhami Dissanaike является синонимом Fari-
nocystis tribolii Weiser. Заражение паразитом происходите!—4-м
возрасте личинок, причем заражение в первых трех возрастах при-
водит к гибели личинок перед их последней линькой, заражение в
последнем возрасте наблюдалось лишь в единичных случаях. Рас-
пространение болезни нарастает до последнего возраста личинок
и к их 5-му возрасту бывает заражено более 90% особей. При ис-
кусственном разведении болезнью поражается 2—5% взрослых
жуков. Такое развитие болезни объясняется пищевыми связями в
популяции. Личинки жуков Tribolium поедают все белковые и жи-
ровые примеси в муке или зерне для пополнения кормового ра-
циона этими дефицитными веществами. Они поедают мертвых ли-
чинок своего вида, а также остатки и трупы насекомых и других
видов, погибших от этой болезни и заполненных спорами схизо-
грегарины, и таким путем заражаются. Степень распространения
болезни в популяции повышается с увеличением количества по-
гибших от нее особей, а частота встречаемости спор схизогрега-
рины в муке является фактором второстепенного значения.
Все сильнозараженные личинки погибают перед окукливанием;
428
число больных куколок не превышает 2—5%'. Жуки, вышедшие из
куколок в сильнозараженной популяции, вполне нормальны, и сам-
ки откладывают здоровые яйца. Однако при сильном заражении
популяции отродившиеся из таких яиц личинки быстро заража-
ются от ранее погибших особей и погибают за время развития
первых трех возрастов. До куколки развивается лишь небольшое
число личинок, и при искусственном разведении жука популяция
постепенно вымирает, хотя большинство взрослых особей остают-
ся здоровыми. В некоторых случаях обнаруживают сильную сте-
пень заражения жуков и слабое распространение болезни среди
личинок, если загрязнение среды обитания спорами произошло в
период развития личинок 5-го возраста. В таких условиях личинки
заражаются слабо и инфекция переходит в имагинальную фазу,
где она долго сохраняется в латентном состоянии, жуки отклады-
вают некоторое количество яиц, и отрождающиеся из них личинки
развиваются в уже незараженной среде. Заражение таких личи-
нок происходит при поедании ими трупов больных жуков, и новое
поколение постепенно переходит в ранее описанное состояние.
Развитие болезни от заражения до созревания спор схизогре-
гарины протекает в личинке при 20° С обычно 14 дней. Споры
довольно устойчивы к внешним воздействиям, сохраняют инфекци-
онность в муке и в трупах насекомых в течение года. При искус-
ственном заражении наилучший результат дает инфекционный ма-
териал, взятый из насекомых не позднее чем через 3 дня после
их гибели. Хозяевами Farinocystis tribolii являются виды Tribolium
castaneum Hbst., Т. confusum du Vai. и T. madens Charp., посколь-
ку они легко перекрестно заражаются. Болезнь обнаружена так-
же у мучного хрущака. Гусеницы бабочек этой болезнью не
заражаются. Возбудитель распространен во всем мире. Для получе-
ния инфекционного материала достаточно собрать 20—30 образ-
цов муки или зерна с жуками из разных складов и в некоторых
из них несомненно окажутся погибшие от болезни особи, пригод-
ные в качестве источника инфекции и развития болезни в лабо-
ратории.
Для того чтобы освободиться от инфекции при искусственном
разведении насекомых, следует взять жуков из слабозараженной
популяции и перенести их в муку, стерилизованную нагреванием
до 120° С в течение 30 минут, добавив в нее сухие дрожжи. Затем
через каждые 3 дня необходимо выбирать все погибшие особи,
чтобы не допустить их поедания личинками. После появления в
муке личинок 2-го возраста следует удалить из нее всех взрос-
лых жуков, тогда инфекция будет ликвидирована.
Cautleryella Keilin
Род Cautleryella объединяет кишечных схизогрегарин, поража-
ющих главным образом комаров. Спорозоиты прикрепляются к
клеткам кишечного эпителия и вырастают в трофозоиты, выдаю-
429
Рис. 52. Развитие Caulleryella pipientis:
а, б—схизонты; в—е — образование мерозоитов; ж—н — зигота дифференцирующаяся
в цисту, заполненную спорами; О — пузыревидная спора со спорозоитами.
щиеся шаровидной частью над эпителием. После достижения оп-
ределенного размера трофозоиты отделяются от эпителия, округ-
ляются, и происходит деление их ядер в полости кишечника. Ядра
мигрируют к поверхности трофозоита, который распадается на
большое количество банановидпых меронтов. Меронты вновь осе-
дают на эпителий и вырастают в булавовидные трофозоиты. По-
следние округляются, соединяются друг с другом и образуют ша-
ровидные пли сферически-овальные цисты. Внутри цист образуются
пузыревидные споры, в которых расположены спорозоиты, сое-
диненные задними концами со сферическим остаточным телом.
Яйцевидно-удлиненные, с тонкой оболочкой, споры не имеют по-
лярного отверстия и открываются, по-видимому, при разрыве обо-
лочки. Из комаров выделено много видов этих паразитов. Вид
Caulleryella anophelis Hesse с 8—11 спорами в цисте найден в
Anopheles claviger Meig. во Франции. Caulleryella annulata Bres-
slau et Buschkiel паразитирует в Theobaldia annulata Schrank, a
C. pipientis Bresslau et Buschkiel в комаре Culex pipiens L. Споры
этих видов имеют размер 20—25X15 мк, в цисте их по 8 штук.
С. apiochaetae Keiiin обнаружена в Apiochaeta rufipes, и в ее ци-
сте также 8 спор, а С. maligna Godoy et Pinto образует 6—8 спор
в цисте и паразитирует в личинках Cellia alopha.
Эти паразиты вредят своим хозяевам в основном тем, что отни-
мают у них питательные вещества, расходуя их на образование
схизонтов. Повреждения клеток эпителия другого характера про-
являются лишь при очень сильном развитии болезни.
430
К роду Caulleryella очень близок род Tipulocystis Kramar,
единственный известный вид которого Т. tnaximae Kramar пара-
зитирует на кишечном эпителии личинок долгоножки Tipula maxi-
ma Poda. В цисте образуется одна яйцевидная спора размером
35—40X16—22 мк,
Syncystis A. Schneider
Единственный представитель этого рода Syncystis mirabilis
A. Schneider является паразитом жирового тела водяного скорпи-
она Nepa cinerea L. Для цикла развития этой схизогрегарины ха-
рактерны стадии, которые известны и для других тканевых схизо-
грегарин [122, 142]. В зиготе можно различить обе половые гаметы
по окрашиваемости плазмы и величине ядер. В цисте образу-
ется большое количество споробластов и спор (более 100). Споры
вначале шаровидные, но по мере созревания приобретают верете-
новидную форму, и на их вершинах выдаются по 4 коротких от-
ростка; размер спор 7,6—8X4 мк, длина отростков 2,5 мк. Споро-
зоиты слегка продольно скрученные.
При этой болезни жировое тело хозяина сильно повреждается,
его клетки разрушаются и паразит потребляет все жировые запа-
сы. К концу болезни тело скорпиона бывает лишь живой оболоч-
кой массы схизогрегарин. Болезнь передается от больной особи
здоровой через воду, в которой разлагаются погибшие насекомые,
однако чаще инфекция распространяется спорами, поглощаемы-
ми здоровыми личинками и нимфами при высасывании вялых, по-
раженных особей. В некоторых случаях эта болезнь бывает фак-
тором, снижающим численность популяции водяного скорпиона.
В 1949 г. при массовом размножении скорпиона в окрестностях
Праги, когда на берегах прудов на 1 м2 приходилось около 75 осо-
бей, степень распространения этой болезни была очень высокая,
80%' скорпионов было заражено и погибло от схизогрегарины.
В том же году болезнь была зарегистрирована и в других мест-
ностях. В следующем 1950 г. численность популяции водяного
скорпиона в названном районе снизилась до минимума и болезнь
исчезла [142].
Lipotropha Keilin
Вид Lipotropha macrospora Keilin паразитирует в жировом те-
ле личинок двукрылых из рода Systenus. Болезнь развивается так
же, как и при заражении жирового тела насекомых другими ви-
дами схизогрегарин. Конечные споры удлиненнояйцевидные, с
тонкой оболочкой, лежат по 8 в сферических цистах. Lipotropha
microspora Keilin из того же хозяина вызывает аналогичное за-
болевание, но образующиеся споры резко отличаются по форме —
последний вид, по-видимому, относится к другому роду.
431
Schizocystis Lfeger
Схизогрегарины этого рода живут также в мухах, в личинках
Ceratopogon solstitialis Winn. Вид Schizocystis gregarinoides Le-
ger в период схизогонии имеет удлиненные меронты грегариноид-
ного типа, прикрепленные к эпителию кишечника широкими псев-
домеритами. Ядро исходного спорозоита делится на несколько до-
черних ядер, рассеянных по всей длине трофозоита. Вокруг этих
ядер скапливается плазма, образуя каплевидные меронты, кото-
рые опадают в полость кишечника и вырастают в ширококапле-
видные гаметоциты. После соединения пар гаметоцитов образуются
тельца, округляющиеся в шаровидные цисты. В обоих гамето-
цитах происходит многократное деление ядер и возникают округ-
лые женские и веретеновидные с коротким жгутиком мужские га-
меты, которые сливаются друг с другом, образуя зиготу. В шаро-
видной цисте, в которой находится остаточное тело, созревают 32
веретеновидные споры размером 8X4 мк. Пока цисты находятся
в кишечнике хозяина, содержащиеся в них споры имеют лишь
один одноядерный зародыш, который лишь в присутствии воздуха
делится, и возникают 8 спорозоитов.
Этот род жгутиковыми гаметами отличается от других схи-
зогрегарин.
В личинках рода Systenus Кейлин [53, 54] обнаружил другой
вид — Schizocystis legeri Keilin, паразитирующий в кишечнике.
Трофозоиты этого вида остаются прикрепленными к стенке кишеч-
ника; их ядра делятся, умножаются в числе, и в оболочке трофо-
зоита образуются отделяющиеся одноядерные споробласты, из ко-
торых возникают челноковидные споры. Оболочка первоначаль-
ного трофозоита превращается в мешок, в котором заключено
огромное количество спор.
Схизогрегарины относятся к числу паразитов, перспективных
для использования в борьбе с вредными насекомыми, особенно те
виды, которые паразитируют в тканях хозяев. Схизогрегарины вы-
зывают массовую гибель, сокращают продолжительность жизни
своих хозяев и являются причиной снижения численности. Помимо
опытов Туманова, который заражал гусениц большой вощинной
моли спорами Mattesia dispora, первые данные о попытках искус-
ственного заражения насекомых схизогрегаринами приведены в
публикациях последних лет. Яфри [51] установил влияние зараже-
ния схизогрегариной Farinocystis tribolii Weiser на устойчивость
зараженных жуков к облучению и воздействию инсектицидов. По
литературным данным, насекомые, зараженные схизогрегариной,
в 10 раз менее устойчивы к действию контактных инсектицидов,
что проявляется главным образом в сокращении времени пара-
личного состояния. Аналогичное действие паразит оказывает на
432
жуков при их облучении рентгеновыми лучами. У зараженных
жуков снижается пороговая доза облучения, а при высоких дозах
эффективность облучения возрастает в 10 раз.
ОТРЯД COCCIDIIDEA DOFLEIN — КОКЦИДИЙ
Насекомые относительно редко избираются кокцидиями в ка-
честве хозяев и редко бывают их переносчиками. В связи с этим
в насекомых встречаются лишь немногие виды простейших из
этой обширной группы. Наиболее важным признаком, отличаю-
щим кокцидий от грегарин, служит наличие гамет двух разных
форм. Дело в том, что женский гамонт в процессе созревания пос-
ле редукционного деления ядра и отделения остаточных телец
больше не делится, становясь макрогаметой, в то же время муж-
ской гаметоцит делится на большое количество — до нескольких
сотен — микрогамет, масса которых во много раз меньше массы
макрогамет, и при копуляции микрогамета прикрепляется к мак-
рогамете в виде маленького полумесяца.
Формы схизогонии такие же, как и у грегарин. Из червеобраз-
ного спорозоита развиваются сферические схизонты с многочис-
ленными ядрами, которые распадаются на скопления меронтов, по
форме напоминающих ягоды шелковицы; эти скопления выраста-
ют в многоядерные образования, которые вновь распадаются на
одноядерные мерозоиты. В итоге такого двойного деления возра-
стает численность особей кокцидий в теле хозяина. Из шаровид-
ных мерозоитов развиваются относительно крупные гаметоциты
шаровидной или яйцеобразной формы. Микрогаметоцит отличает-
ся от макрогаметоцита по окрашиваемости красителями. После
многократного деления ядра микрогаметоцит распадается на уд-
линенные микрогаметы, иногда имеющие два жгутика, с помощью
которых они передвигаются. Иногда жгутики отсутствуют, а ми-
крогаметы передвигаются, скользя по тканям хозяина. После
встречи двух разнополых гамет микрогамета находится на поверх-
ности макрогаметы до инцистирования. Вокруг оплодотворенной
макрогаметы образуется толстая оболочка, и содержимое зиготы
начинает делиться на споробласты. В центре сохраняется остаток
ядер и плазмы и образуется бесформенное остаточное тело. Споры
яйцевидные, шаровидные или веретеновидные, вскрываются иног-
да двумя отверстиями, иногда разрывом. Споры содержат от од-
ного и более спорозоитов и остаточное тело, которое, разбухая,
разрывает их оболочку.
Отряд кокцидий делится на два подотряда в зависимости от
количества образуемых микрогамет. У видов подотряда Eimeri-
idea Leger из одного микрогаметоцита образуется до нескольких
сотен микрогамет, в то время как у видов подотряда Adeleidea
Leger микрогамет образуется очень мало.
Из подотряда Eimeriidea Leger в насекомых развивается лишь
один вид сем. Barrouxiidae Leger. Подавляющее большинство
28 Я. Вейзер
433
видов этого подотряда кокцидий паразитируют в многоножках и
кивсяках и лишь Barrouxia ornata Schneider поражает кишечный
эпителий водяного скорпиона Nepa cinerea L. В кишечном эпите-
лии этих скорпионов в шаровидных очажках развиваются яйце-
видные схизонты и шаровидные цисты, заполненные споробласта-
ми. Диаметр цист 34—37 мк, веретеновидные споры в них 20 мк
длины и 10 мк ширины. Внутри споры имеется всего один спорозо-
ит, свернутый в кольцо вокруг небольшого остаточного тела. Под-
робных данных о воздействии этого паразита на хозяина в литера-
туре нет. Паразит был обнаружен во Франции. Родственным
видом является южноамериканская кокцидия Barrouxia bellostoma-
tis Carini, обнаруженная в водяном клопе Bellostomum sp. Споры
этого вида мельче —13—15 мкХП мк, яйцевидные. Разрушение
клеток кишечного эпителия приводит к снижению усвояемости
корма, а при сильном заражении кокцидиями личинки клопа по-
гибают до их превращения в нимфу. Как установил Райер [107],
изучая кокцидию Barrouxia schneideri, у видов этого рода споро-
зоиты имеют половую дифференциацию; из одних развиваются
женские, из других — мужские гаметоциты. Количество делений
при схизогонии также предопределено, этот процесс может быть
лишь ускорен или замедлен в зависимости от активности хозяина
и температуры.
Представители надсемейства Adeleidea Leger встречаются в
насекомых значительно чаще. Эти кокцидии обычно образуют не-
большое количество микрогамет из микрогаметоцитов. Их споры
содержат, как правило, 8 спорозоитов и не имеют открывающихся
клапанов. Виды этого надсемейства встречаются в насекомых,
многоножках, пресмыкающихся и других позвоночных. Для пато-
логии насекомых представляют интерес семейства Adeleidae Mes-
nil, Legerellidae Minchin и Haemogregarinidae Leger. Различить
виды этих семейств нетрудно. Виды двух первых семейств прохо-
дят весь цикл развития в органах одного хозяина, виды третьего
семейства проходят схизогонию в позвоночных, а гамогонию в бес-
позвоночных хозяевах. У видов сем- Adeleidae цисты хорошо раз-
виты, с относительно прочной оболочкой и 8—16 спорами, также
резко отличающимися. Виды сем. Legerellidae имеют цисты, за-
полненные спорозоитами, а собственно споры отсутствуют.
Adelina Hesse
В настоящее время из насекомых выделено более 10 видов ро-
да Adelina. Остальные виды этого рода паразитируют в дождевых
червях, кивсяках и костянках. Определение видов лишь в некото-
рой мере основано на морфологических различиях, а ведется глав-
ным образом по виду хозяина.
Adelina tribolii Bhatia паразитирует в жировом теле Tribolium
castaneum Hbst., Т. confusum Duv. и T. madens Carp. Сферические
434
споры вскрываются в кишечнике хозяина, и из каждой споры вы-
ходит 2 спорозоита, которые внедряются в стенку кишечника, про-
ходят через его эпителий и проникают в гемолимфу, которой
разносятся по всему телу и оседают на жировом теле личинки. Чер-
веобразные схизонты разрастаются в грушевидные, позднее в ши-
рокояйцевидные схизонты, ядра которых делятся, образуя боль-
шое количество дочерних ядер. Вокруг этих ядер формируются и
дифференцируются сигаровидные мерозоиты с ядром посредине.
Оболочка схизонта лопается, и освободившиеся мерозоиты пере-
ходят в ткани, по которым они медленно расселяются вокруг. Во
вновь пораженных клетках мерозоиты утолщаются, приобретая
ладьевидную, яйцевидную, а затем шаровидную форму. Деление
вновь повторяется в зависимости от пространства, которым распо-
лагает паразит в жировом теле хозяина. При последующем деле-
нии возникают мерозоиты, которые, вырастая, преобразуются в по-
ловые стадии, шаровидные гаметоциты. Часть из них остается не-
изменными, а лишь редуцирует хроматин ядра и таким способом
образует гаплоидные макрогаметы, ядро других делится на 64—
128 дочерних ядер, и образуется пучок палочковидных микрога-
мет, которые после разрыва оболочки микрогаметоцита расходят-
ся по тканям в поисках макрогамет, к которым они прикрепля-
ются. Макрогамету оплодотворяет только одна микрогамета, хотя
в некоторых случаях на макрогамету стремятся осесть несколько
микрогамет. Ядра разнополых гамет соединяются, и возникает яй-
цевидная диаметром 30—40 мк зигота, заключенная в толстую
оболочку, в которой происходит 3—4-кратное деление ядра, в ре-
зультате чего образуется 8—16 споробластов. После разделения ша-
ровидных споробластов в центре цисты (зиготы) остается бесфор-
менное остаточное тело. В каждой споре зародыш делится и об-
разуются два спорозоита, изогнутые кольцом вокруг шаровидного
остаточного тела. Споры правильной шаровидной формы с диамет-
ром 10—12 мк.
Вид Adelina tribolii заражает Tribolium castaneum, Т. confu-
sum, T. madens. Паразит локализуется в жировом теле. Если
клетки, пораженные кокцидиями, разрываются и различные ста-
дии паразита поступают в гемолимфу, можно иногда наблюдать
фагоцитоз спор и схизонтов лимфоцитами. Распространение ин-
фекции в организме хозяина происходит спорадически, начинаясь
с увеличения числа поражений в жировом теле. Инкубационный
период от заражения и до созревания спор при 18—20° С длится
16—18 дней, гаметы появляются уже на 12-й день. При заражений
личинок 1—3-го возраста они гибнут уже в следующем возрасте.
При заражении в 4-м возрасте и старше гибель личинок происхо-
дит в перйод окукливания. При очень сильном заражении личи-
нок 5-го возраста они погибают еще до окукливания. Споры в му-
ке при ее хранении в сухих условиях жизнеспособны в течение
нескольких месяцев, в воде при температуре от 0 до 4° С они вы-
живают больше года. Температура выше 35° С убивает споры. Здо-
435
28*
ровые особи насекомых заражаются кокцидиями, поедая трупы
пораженных особей. Эпизоотии болезни в популяции этих насеко-
мых развиваются так же, как это описано для кокцидии Farino-
cystis tribolii. Пораженные личинки отличаются от здоровых тем,
что они светлее и выглядят восковидными. Погибшие личинки про-
гибаются, приобретая ладьевидную форму, серповидно съежива-
ются, но их серая окраска не изменяется. Заражение личинок
этим паразитом нарушает их подвижность лишь за несколько дней
до гибели, последние сутки личинки лежат, вытянувшись, и не-
способны передвигаться. Часто встречается одновременное зара-
жение описываемой кокцидией совместно с Farinocystis tribolii
или Nosema whitei; при этом удельный вес A. tribolii в заражен-
ной популяции меньше, чем Farinocystis, но выше, чем Nosema.
Степень развития болезни при искусственном разведении поража-
емых ею насекомых зависит от количества мертвых особей со спо-
рами схизогрегарины, которые могут поедаться здоровыми насе-
комыми, а также от склонности особей к некрофагии.
При разведении насекомых в качестве тест-объекта для испы-
тания инсектицидных веществ эта болезнь иногда является серь-
езным нежелательным фактором, не только препятствующим раз-
ведению тест-насекомых в нужных количествах, но также и тем,
что зараженные жуки менее устойчивы к действию инсектицидов
и погибают быстрее и в ббльшем количестве. Эта особенность не
позволяет точно определять эффективность испытываемых ве-
ществ. Влияние болезни проявляется в сокращении периода от
обработки инсектицидом до появления признаков его действия
на вредителя. У зараженных насекомых паралич и коматозное
состояние проявляются так же, как действие 10-кратной дозы ин-
сектицида на здоровых особей.
Другие виды кокцидий этого рода довольно часто встречаются
в жуках. Шнейдер [113] описал A. simlex из личинок Gyrinus sp.;
вид A. akidum Lfeger был описан как паразит жирового тела
Akis algeriana (Olocrates abbreviatus); A. zonula Moroff обитает в
Blaps mortisaga L., вид A. tenebrionis Sautet, обитающий в Тепе-
brio molitor, нуждается в дальнейшем изучении и сравнении его
морфологии с A. tribolii.
В пластинчатоусых жуках обнаружена кокцидия Adelina seri-
cesthis Weiser et Bear в жировом теле личинок Sericesthis pruino-
sa Dalm. в Австралии. Жировое тело зараженных личинок про-
зрачнее, чем у здоровых, и сквозь него просвечивает кишечник.
Общий цвет больной личинки буроватый. В гемолимфе еще не по-
гибших от болезни личинок находятся малоподвижные удлинен-
ные схизонты и гаметоциты. При сильно прогрессирующем зара-
жении паразит из жирового тела переходит и в подкожные сое-
динительные ткани. Цикл развития этого вида лишь незначитель-
но отличается от предыдущих. В цистах размером 30X40 мк обыч-
но содержится только 6—8 шаровидных спор диаметром 12-—15 мк
с двумя спорозоитами.
436
Рис. 53. Adelina sericesthis из Sericesthis pruinosa:
1 — свободный спорозоит; 2—6 — схизогония; 7 — мерозоиты, высвобождающиеся после раз-
рыва оболочки, которые развиваются в гаметоциты; 8—//—вторая схизогоиия; 12—зигота;
/3—14 — созревание зиготы, редукционное деление; /5 — содержимое цисты разделяется и об-
разуются зачатки спороцист (16); 17 — созревшая циста; 18—19 — спороцисты с двумя
спорозоитами и остаточным телом.
Пораженные ткани лишаются запасов жировых капелек, про-
исходит их плазматизация, приводящая к полному уничтожению
пораженной клетки. Фагоцитоз наблюдается редко. Можно пред-
полагать, что к концу спорогонии зигота выделяет какие-то ток-
сические метаболиты, вызывающие образование цисты из плоских
клеток соединительных тканей, между которыми и цистой темнеет
слой хитинозной массы. Болезнь сопровождалась потемнением по-
раженных личинок в результате нарушения фенол-оксидазной си-
стемы. Болезнь тормозит развитие личинок. У личинок 3-го возра-
ста инфекция была обычным явлением; передается она с кормом.
Искусственно инфекция была перенесена па Aphodius howitti Но-
ре. Тот же или близкий возбудитель был обнаружен в ли-
чинках Melolontha hippocastani L., собранных в Праге, где бо-
лезнью было поражено более 30%' особей. Перед гибелью кути-
кула личинок стала заметно морщинистой, их цвет изменился па
маслянисто желто-бурый, и некоторые особи хотя и пытались ли-
нять и окукливаться, но безуспешно.
Несколько видов кокцидий этого рода развивается в гусеницах
бабочек. Adelina mesnili Perez встречается в гусеницах платяной
моли Tineola biselliella L. Некоторые авторы сообщали о
нахождении этой кокцидии в гусеницах амбарной огневки и Р1о-
dia interpunctella Hub. Морфологически эта кокцидия почти не от-
личается от A. tribolii Bhatia. В двукрылых насекомых встречает-
ся Adelina tipulae Leger (в личинках долгоножки). В Embia solie-
ri Ramb. Леже обнаружил вид Adelina transita, а в тараканах
Cryptocercus pustulatus Scudd. — очень детально изученный вид
A. cryptocerci Yarwood.
Цисты последнего вида с созревшими спорами вскрываются в
кишечнике таракана в первые 10 часов после попадания в кишеч-
ник, и из них освобождается целый рой червеобразных спорозои-
тов длиной 15—17 мк и шириной 2—3 мк. Спорозоиты проникают
через стенку кишечника в гемолимфу, а оттуда в жировое тело, где
оседают и вырастают в овальные многоядерные схизонты. С рас-
падением схизонтов возникают пучки из 30—40 меронтов, лежа-
щих в оболочке схизонта, освобождаясь, они расходятся по тка-
ням. Часть меронтов в дальнейшем проходит процесс схизогонии,
а другая их часть развивается в гаметоциты, при этом происхо-
дит деление плазмодий на более короткие пары меронтов, со-
бранных в сгустки. По данным некоторых авторов, макрогаметы
развиваются непосредственно из червеобразных мерозоитов, тогда
как микрогаметы образуются в результате бинарного деления га-
метобластов. Наряду с широкояйцевидными макрогаметоцитами
имеется множество микрогаметоцртов, которые, встречаясь с ма-
крогаметоцитами, оседают на них. В процессе копуляции происхо-
дит редукционное деление ядра микрогаметоцита и прилегающе-
го ядра макрогаметоцита. Образовавшаяся микрогамета проникает
в макрогамету, и в теле микрогаметоцита на поверхности оста-
ется редуцированный хроматин. Вокруг зиготы образуется проч-
438
Рис. 54. Chagasella alydi:
a — молодые мнкросхизонты в клетке
семенной железы; б—мнкросхизонты;
в — макросхизонты; г — ооциста с
тремя споробластами; д — созревшая
спора с шестью спорозоитами [76].
ная оболочка, и ее содержимое делится на 5—10 споробластов.
В споробласте происходит дальнейшее деление ядра, а затем обо-
лочка споробласта затвердевает и он преобразуется в непросве-
чивающую шаровидную спору, в которой вокруг разделившихся
ядер образуются два спорозоита. Цисты разной величины, их диа-
метр в зависимости от количества спор (5—20) колеблется от 25
до 50 мк. Споры диаметром 10—12 мк. Весь цикл развития от спо-
ры до споры, по данным Ярвуда [149], длится около 40 дней, т. е.
почти в 2—3 раза дольше развития A. tribolii.
По данным Кирби [57], нуждающимся в проверке, этот вид кок-
цидий встречается в термитах рода Amiterm.es. Остальные виды
рода Adelina являются паразитами олигохет, губоногих и ящериц.
В последнем случае не исключено загрязнение организма кокци-
диями. Вызывает удивление, что эта болезнь встречается лишь у
вредителей запасов и у видов насекомых, живущих в трухлявой
древесине, в то же время у вредителей зеленых частей растений
эти заболевания отсутствуют *.
Chagasella Machado
Эти кокцидии относительно мало известны. Chagasella hartman-
ni Chagas развиваются в кишечном эпителии клопа Dysdercus ги-
ficollis. Другой вид — Ch. alydi Machado паразитирует в кишечном
эпителии и гонадах клопов из рода Alydus. Овальные схизонты по-
следнего вида были обнаружены в клетках семенных желез кло-
пов. Они вырастают в широкояйцевидные образования, вновь рас-
падающиеся на яйцевидные меронты, и из них, по-видимому, раз-
виваются макрогаметоциты. Цисты с мягкой оболочкой содержат
по 3 споробласта, из которых развиваются пузырчатые споры яй-
цевидной формы с мягкими оболочками, содержащие по 4—6 спо-
розоитов.
1 В этом нет ничего удивительного: заражаются формы, живущие в суб-
страте, служащем пищей, а не на открытых зеленых частях растений, с которых
цисты смываются и погибают от солнечных лучей.-—Прим. ред.
439
Legerella Mesnil
Кокцидии этого рода чаще всего встречаются в губоногих и
двупарноногих, но также и в дождевых червях; лишь небольшое
число видов найдено в насекомых. Legerella hydroporini Vincent
развивается в мальпигиевых сосудах водолюба Hydroporus palu-
stris. Схизогонии и спорогония у этого вида проходят в клетках
эпителия сосудов, и лишь созревшие споры, освобождаясь, посту-
пают в канал сосуда, затем в полость кишечника и с экскремен-
тами выделяются наружу. Макрогаметы яйцевидные, вакуолизи-
рованные, с пузыревидным ядром и крупной кариосомой. Микро-
гаметы яйцевидные, в 10 раз меньше макрогамет, к которым они
прикрепляются. Зигота заключена в бесформенно изогнутой обо-
лочке, в ней происходит многократное деление ядра. В конечном
итоге дифференцируется большое количество булавовидных спо-
розоитов, концы которых лежат в остаточном теле. Циста одно-
временно является и спорой.
Нелл ер при изучении блох обнаружил вид Legerella parva
Noller в мальпигиевых сосудах блох Ceratophyllus gallinae
Schrank и С. columbae Walker et Ger. Шарообразные цисты (они
же споры) этого вида кокцидий диаметром 10—14 мк содержат
20—30 спорозоитов. Вид Legerella grassi Splendore паразитиру-
ет в мальпигиевых сосудах блох Nosopsyllus fasciatus Bose. Дан-
ные об этих паразитах недостаточно полны. Болезнь поражает
эпителий сосудов и тем нарушает их функции. Болезни носят
очаговый характер с тенденцией к усилению в процессе развития
популяции. Передача инфекции от взрослых особей личинке про-
исходит через экскременты, которые обычно поедаются личин-
ками блох.
Людвиг [74] описал выделенную из личинок долгоножки Tipu-
ta abdominalis Say кокцидию Itharda wenrichi. В эпителии кишеч-
ника личинок паразит встречается на разных стадиях схизогонии
и гамогонии; цикл развития заканчивается образованием цист,
содержащих по 4 шаровидные споры. Самостоятельность вида
этого возбудителя и характер его воздействия на хозяина нужда-
ются в серьезных дополнительных исследованиях.
HAEMOGREGARINIDAE LEGER
Простейшие этой группы являются паразитами позвоночных
животных, а насекомые служат лишь их переносчиками, в кото-
рых паразиты находятся относительно недолгое время. Основное
внимание мы уделяем родам Hepatozoon и Haemogregarina, ко-
торые могут в насекомых взаимодействовать с возбудителями их
собственных болезней. Простейшими из рода Hepatozoon насеко-
мые заражаются с кровью основного хозяина этих паразитов. Га-
меты паразита выходят из эритроцитов позвоночных в желудке
хозяина, происходит соединение женских и мужских гамет, и
440
подвижная зигота мигрирует в ки-
шечный эпителий насекомого-хо-
зяина, где оседает и растет до яй-
цевидной цисты. Внутри нее отрас-
тает многоядерный плазмодий, ядра
которого постепенно мигрируют к
поверхности, и вокруг них образу-
ются кольцевидные или сферичес-
кие споробласты, создающие боро-
давчатую поверхность, характерную
для простейших этой группы. В пос-
ледующем развитии из каждого ку-
сочка возникает широкояйцевидная
спора, вначале с двумя, затем пос-
тепенно с 16 ядрами, вокруг которых
формируется такое же количество
спорозоитов, расположенных беспо-
рядочно между оболочкой споры и
остаточным телом, лежащим в цен-
Рис. 55. Hepatozoon pettiti:
а — зигота с многочисленными паль-
цевидными отростками; б — спора, за-
полненная спорозоитами; в—зигота,
разделившаяся на споробласты; г —
муха Glossina palpalis, из которой пос-
ле надавливания вышли цисты. Н. pet-
ИН.
тре последней.
Спора лопается, и спорозоиты выпадают в полость кишечни-
ка или в гемолимфу; иногда они остаются также в оболочке спо-
ры. Перенос инфекции на здорового хозяина (позвоночное) об-
легчается тем, что многие животные стремятся поймать и
разгрызть зараженных и тем самым ослабленных насекомых-пере-
носчиков, благодаря чему спорозоиты, освобождаясь из спор, по-
падают в ротовую полость хозяина-позвоночного и по ее слизи-
стым оболочкам проникают внутрь тела.
В насекомых встречаются следующие виды простейших этой
группы: Hepatozoon gerbilli Christophers — паразит Gerbillus indi-
cus\ промежуточным хозяином является вошь Haematopinus ste-
phensi\ Hepatozoon jaculi Balfour — паразит Jaculus jaculus и J.
jordani, промежуточный хозяин блоха Xenopsylla cleopatrae; He-
patozoon pitymysi— паразит Microtus subterraneus и M. savii пе-
реносится блохами Ceratophyllus sp., Ctenophthalmus assimilis
Tasch. и Hoplopleura acanthopus; Hepatozoon pettiti — паразит
крокодила (Crocodilus niloticus), промежуточный хозяин муха
Glossina palpalis Robin. [49]; Hepatozoon mesnili, паразит Gecko
verticillatus, переносчик комар Culex fatigans Wied., Stegomyia
albopicta Skuse и др. [108].
Помимо этих хорошо изученных видов, известен ряд форм, у
которых изучены лишь фрагменты цикла развития, возможно,
являющиеся синонимами известных видов. Ооцисты этих парази-
тов, образующихся в насекомых, относительно крупны (в Glossi-
na известны шаровидные цисты диаметром до 300 мк, содержа-
щие более ста спор, каждая с 20 спорозоитами). При сдавлива-
нии тела зараженного насекомого эти цисты выходят наружу в
виде гроздевидных скоплений. Развитие в теле насекомого десят-
44!
ков и сотен таких цист заметно нарушает давление полостной
жидкости и концентрацию нейрогормонов.
Развитие простейших из рода Haemogregarina аналогично
развитию видов предыдущего рода, отсутствует лишь четкообраз-
ное деление зиготы, и во всех стадиях развития намного сокра-
щается число делений и дочерних ядер. В спорах находятся так-
же лишь по 8 червеобразных спорозоитов с острым вытянутым
задним концом. Лишь для одного вида хорошо известен весь
биологический цикл развития на обоих хозяевах: это Haeinogre-
garina triatomae Osimani, паразитирующая в крови ящерицы Ти-
pinambis teguixin. Процессы спорогонии и гамогонии этого па-
разита проходят в кишечнике клопа Triatoma rubrovaria Blanch.
Приведенный обзор кокцидий насекомых несомненно в бли-
жайшие годы будет дополнен многими новыми данными. В буду-
щих исследованиях необходимо уделить внимание экспериментам,
проверить путем искусственного заражения самостоятельность и
синонимику видов. Для видов простейших, переносимых насеко-
мыми, следует выяснить влияние переносимого микроорганизма
на организм хозяина-переносчика.
HAEMOSPORIDIIDEA DANILEWSKIJ — ГЕМОСПОРИДИИ
Большинство видов гемоспоридий не являются настоящими па-
разитами, весь жизненный цикл которых связан с насекомыми и
для них патогенных. Для определения видовой принадлежности
разных видов гемоспоридий в позвоночных животных имеются хо-
тя бы некоторые морфологические данные, однако о стадиях этих
простейших, развивающихся в насекомых, такие данные почти
полностью отсутствуют. Приводимые ниже литературные данные
(часто без указания первоисточников) могут служить лишь вве-
дением к широким исследованиям, которые еще предстоят про-
тозоологам и энтомопатологам. Не вдаваясь в подробности био-
логического цикла развития гемоспоридий в позвоночных живот-
ных, следует указать, что для большинства видов имеют место
три типичных цикла: схизогонии, гамогония и спорогония. В по-
звоночных животных гемоспоридии проходят преимущественно
цикл схизогонии как в кровяных тельцах, так и в ретикулярных
тканях различных органов. Гамогония гемоспоридий в позвоноч-
ных животных протекает лишь до образования гаметоцитов, цир-
кулирующих в периферийных кровеносных сосудах и всасывае-
мых с кровью насекомыми-переносчиками, в органах которых га-
могония заканчивается и начинается спорогония.
Гемоспоридии не представляют собой возбудителей каких-либо
болезней насекомых, при которых в последних проходит цикл
схизогонии. Источником инфекции является кровь периферийных
кровеносных сосудов позвоночных, поэтому исключается возмож-
ность развития каких-либо стадий гемоспоридий в некровососу-
щих насекомых.
442
Отряд гемоспоридий делится на два семейства: Haemoprote-
idae Doflein и Plasmodiidae Mesnil. Виды первого семейства об-
разуют в позвоночных пигмент, и в эритроцитах периферийных
кровеносных сосудов находятся только гамонты. Виды второго
семейства образуют коричневатый пигмент, и в крови периферий-
ных сосудов содержатся также и стадии схизогонии. Такое под-
разделение, однако, не указывает, какие стадии паразитов из этих
семейств присутствуют в теле насекомых. В целом можно сказать,
что переносчиками гемоспоридий рода Haemoprotens Kruse яв-
ляются мухи-кровохлебки из сем. Hippoboscidae, а переносчика-
ми видов из рода Leucocytozoon Danilewskij служат мошки и в
отдельных случаях мухи (Ornithomyia), а гемоспоридии из сем.
Plasmodiidae переносятся комарами.
Цикл развития гемоспоридий рода Haemoproteus в мухах сем.
Hippoboscidae относительно прост. В кишечник мухи поступает
кровь с эритроцитами, зараженными гаметоцитами гемоспоридий.
Почковидный макрогаметоцит освобождается, а микрогаметоцит
делится на несколько тонких червеобразных микрогамет, которые
стремятся найти макрогаметы. Возникающая при соединении ми-
кро- и макрогаметы зигота, вытягиваясь, принимает яйцевидную
форму, затем образует оокинету, которая проходит через эпите-
лий кишечника и проникает в его мышечные ткани, где растет,
пока на наружной стенке кишечника не образуется шаровидная
ооциста, выдающаяся в полость тела. Внутри ооцисты происхо-
дит многократное деление ядра, и плазматическая масса делит-
ся на большое количество спорозоитов, собранных в правильные
пучки, расположенные по всей цисте. Через несколько дней обо-
лочка цисты лопается, и спорозоиты мигрируют по телу хозяи-
на, достигая задней части слюнных желез мухи, расположенных
в грудных и первом брюшном сегментах. При высасывании мухой
крови позвоночного животного спорозоиты вместе со слюной на-
секомого попадают в ранку в коже позвоночного хозяина и зара-
жают его. Развитие гемоспоридии в насекомом продолжается
несколько недель, спорозоиты в слюнных железах сохраняют жиз-
неспособность в течение всей зимовки насекомого.
Наиболее известным видом гемоспоридий является Haemopro-
teus columbae Celli et Sanfelice, развивающаяся в голубях. Ее пе-
реносчиком служит муха Lynchia тайга Bigot. Развитие парази-
та в мухе продолжается 12—14 дней, причем первые ооцисты
образуются уже на четвертый день после заражения. Инфекция ма-
лоспецифична. Помимо указанной мухи, ею можно заразить так-
же Lynchia lividicolor Bigot, L. brunea, Microlynchia pusilia Spei-
ser, Lynchia capensis Bigot. Арагао наблюдал развитие этой ге-
моспоридии и в клеще Dermanyssus avium Duges, однако цикл
развития в этом клеще не заканчивался и инфекция им не пере-
давалась.
У видов рода Leucocytozoon (например, L. simondi Mathis et
L£ger) оокинеты, ооцисты и спорозоиты находятся в желудке, на
443
его поверхности и в слюнных железах мошек (в данном случае
Simulium venustum Say), куда они попадают после высасывания
насекомыми крови домашних уток, а также Querquedula сгесса,
Q. discors L., Mergus serrator L. и других хозяев. Развитие этих
гемоспоридий в мошках происходит намного скорее, нежели у
Haemoproteus. Уже через 20 минут в кишечнике мошки можно
обнаружить зиготы, через 5 часов большое количество оокинет, а
через 22 часа на поверхности кишечника хорошо заметны ооци-
сты. Цикл развития гемоспоридий в теле мошки заканчивается в
течение 24—72 часов, после чего она способна заражать нового
хозяина.
Гемоспоридии сем. Plasmodiidae развиваются в комарах ана-
логичным образом. Многолетние исследования малярии человека
выявили некоторые определенные симптомы, позволяющие разли-
чать виды возбудителей малярии по их стадиям развития в на-
секомых. Диагноз устанавливается по характеру зернышек пиг-
мента, видимых на ооцистах на поверхности желудка комара.
У вида Plasmodium vivax Grassi et Felletti видны линии пигмен-
тированных зернышек, расположенных в виде букв X, Y или V, ко-
торые на более молодых стадиях выглядят как двойные развет-
вленные ряды. У Р. malariae Grassi et Feletti можно обнаружить
двойную группу или ряд изогнутых или комкообразных пигмен-
тированных пятен, образовавшихся из бесформенного скопления
этих пятен в молодой ооцисте. Р. falciparum Welch имеет тонкие
сферические зернышки пигмента, рассеянные бесформенными ско-
плениями, но никогда не в последовательных рядах. Р. relictum
Grassi et Feletti также характеризуется группой пигментирован-
ных зернышек, но эти зернышки относительно крупнее и лежат
близко друг к другу. Plasmodium minutum отличается тем, что
короткие пигментные зернышки расположены бантиком.
Различные виды комаров неодинаково пригодны для развития
плазмодия. Способность комаров переносить эту инфекцию зави-
сит от нескольких факторов, например от скорости развития в ко-
марах гемоспоридии, от частоты случаев укусов человека кома-
ром за время его жизни. В течение ряда лет происходит опреде-
ленный отбор оптимальных штаммов малярии и их переносчиков.
Джеймс, Николь и Шют установили, что английский вид комара
Anopheles atroparvus v. Thiel неспособен переносить индийский
штамм Р. falciparum, хотя хорошо переносит итальянский штамм.
То же отмечено и для комаров Anopheles pseudopunctipennis и
A. quadrimaculatus. Томпсон и Хафф [126] давали комарам Aedes
aegypti и Culex pipiens возможность насосаться крови на яще-
рицах, зараженных Plasmodium rhadinurum. Через 24 часа 165
комаров, насосавшихся крови, погибли, а остальные комары, в та-
ких же садках сосавшие кровь незараженных ящериц, остава-
лись живыми. Результат этого опыта свидетельствует о том, что
Р. rhadinurum Thomp. et Huff патогенен для обоих указанных
видов комаров.
444
Заражение малярийным плазмодием не вызывает в тканях ко-
мара, куда проникает оокинета, а также в мышечных тканях же-
лудка или в слюнных железах каких-либо особых повреждений.
В слюнных железах вокруг скоплений спорозоитов образуются
сферические вакуоли. Ткань желез не имеет каких-либо следов
повреждения. На желудках комаров часто можно обнаружить
мелкие темные пятна, называемые в литературе «черными спо-
рами». Они неравномерно рассеяны по поверхности желудка, и
при большом увеличении видно, что они состоят из яйцеобразных
темных образований. Росс считает их резорбированными споро-
зоитами малярии. Мейн в 1929 г. проверял это положение и ус-
тановил, что аналогичные пятна имеются в комарах как содержа-
щих возбудителя малярии, так и не имеющих его. Эти пятна хи-
тинового происхождения и, по-видимому, являются утолщениями
трахеальных дисков в местах примыкания к кишечнику. Частота
их встречаемости в комарах указывает на определенную зависи-
мость этих образований от инфекции малярии. Черные образова-
ния возникают и внутри спор некоторых микроспоридий комаров
(см. Nosema stegomyiae), и несомненно они связаны с гемогло-
бином из крови позвоночного хозяина. При заражении кишечника
комара иной инфекцией, например микроспоридиями, наблюда-
лось, что пораженный ими кишечник препятствует развитию ма-
лярии в стенке кишечника, и такие комары не являются перенос-
чиками малярии.
Указатель литературы
I. Alexeieff А., С. R. Soc. Biol., 71, 455. 1911.
2. Alexei eff A., C. R. Soc. Biol., 71, 379—382, 1911.
3. Alexeieff A., Arch. f. Proiistenk., 29, 313—341, 1913.
4. Bailey L., Bee World, 36, 162—163, 1955.
5. Bailey L., Amer. Bee J., 97, 24—26, 1957.
6. Balfour A., Brit. Med. J., 1, 1330, 1905.
7. Becker E. R., J. Parasit., 9, 141—152, 1923.
8. Becker E. R., J. Parasit., 9, 199—214, 1923.
9. Becker E. R., J. Parasit., 14, 85, 1927.
10. Bhatia B. L., Parasitology, 22, 156—167, 1930.
11. Bhatia B. L., Parasitology, 29, 239, 1937.
12. Borchert A., Krankheiten der Honigbiene, 6, Aufl., 243 pp., Leipzig, 1950.
13. Bresslau M., Buschkiel M., Biol. Zentralbl., 39, 325—336, 1919.
14. Buschkiel M., Zool. Jahrbiicher Anat., 43, 97—148, 1921.
15. C a r i n i A., Arch. Biol, S. Paolo, 26, 251, 1942.
16. Cleveland L. R., Collier J., Amer. J. Hyg., 12, 614, 1930.
17. Dasgupta B., Parasitology, 48, 375—381, 1958.
18. Dissanaike S. A., J. Protozool., 2, 150—156, 1955.
19. Doflein F., Reichenow E., Lehrbuch der Protozoenkunde, pp. 480—677,
FicpFipi* Трпя 1 C'KO
20. Drbohlav’j., Amer. J. Hyg., 5, 580—599, 1925.
21. Dr boh lav J., J. Parasit., 12, 183—190, 1926.
22. F a n t h a m H. B., Ann. Trop. Med. Parasitol., 84, 505, 1912.
23. Filipponi A., Arch. Zool. I tai., 33, 293—331, 1948.
24. Filipponi A., Riv. di Parassitol., 10, 1949.
25. F i n I a у s о n L. H., Parasitology, 40, 261—264, 1950.
445
26. Fyg W., Schweiz. Bienen Ztg., 55, 562—572, 609—616, 1932.
27. Fox R. M., Weiser J., J. Parasitol., 45, 21—30, 1959.
28. С a n a p a t i P. N., Tate P., Parasitology, 38, 291—299, 1948.
29. Ga schen H. L., Mim. Soc. Vandoise Sc. Nat. Lausanne, 3, 317—351, 1926.
30. G h e 1 e 1 о v i t c h S., C. R. Acad. Sci., 224, 685—687, 1947.
31. Ghelelovitch S., Arch. Zool. exper. Gen., 85, Notes et Rev., 3, 155—168,
1948.
32. Gibbs A. J., Trans. R. Soc. Trop. Med., 40, 495, 1947.
33. Gibbs A. J., Parasitology, 40, 322, 1950.
34. Gibbs A. J., Trans. R. Soc. S. Africa, 6, 245—249, 1953.
35. Gibbs A. J., Parasitology, 47, 297—303, 1957.
36. Giordani G., J. Insect. Pathol., 1, 245—269, 1959.
37. G о d о у A., P i n t о C., Brasil Medico, 36, 46—47, 1922.
38. GOhre E., Arch. f. Protistenk., 96, 295, 1943.
39. Grasst P. P., Traite de Zoologie, 1, 2, Protozoaires 1150 pp., Masson, Pa-
ris, 1953.
40. Grell K- G-, At ch. f. Protistenk., 91, 526—545, 1938.
41. Grosch D. S., J. Elisha Mitchel Sci. Soc., 65, 61 70, 1949.
42. Harvey R. Z., Lee S. B., Plant Physiol., 18, 633—655, 1943.
43. Hassanein M. H., Bee World, 33, 109—112, 1952.
44. Henderson J. C., Univ. Kalif. Publ. Zool., 43, 357, 1941.
45. H i t c h с о с к J. D., J. Econ. Entomol., 41, 854—858, 1948.
46. Chagas C., Mem. Inst. Oswaldo Cruz, 2, 168—185, 1910.
47. C h a 11 о n E. A., Bull. Soc. Path. Exot., 3, 363, 1910.
48. Chatton E. A., C. R. Soc. Biol., 74, 551, 1913.
49. Chatton E. A., Roubaud E., Bull. Soc. Path. Exot., 6, 226—233, 1913.
50. Christophers S. M., Sci. Mem. India, 18, 15, 1905.
51. Jafri R. H., 1st Int. Conf. Protozoology, Praha, 510—515, 1961.
52. К a m m M. W., Ill. Biol. Monographs, 7, 104 pp., 1922.
53. Keilin D., Parasitology, 15, 103—108, 1923.
54. Keilin D., Proc. Cambridge Phil. Soc., Biol. Series, 1, 18—29, 1923.
55. Kidder G. W., Parasitology, 29, 163—205, 1937.
56. К i n g R. L., T а у 1 о r A. B., Trans. Amer. Microscop. Soc., 55, 6—10, 1936.
57. Kirby H., Quart. 1. Microb. Sci., 71, 189, 1927.
58. Kr ami r J., Vest. Cs. spol. zool., 16, 55—75, 1950.
59. Кгйгпйг J., Vest. C,s. spol. zool., 16, 43—49, 1952.
60. Laird M., Trans. R. Soc. New Zeal., 78, 467—468, 1950.
61. Laird M., Trans. R. Soc. New Zeal., 84, 297—308, 1956.
62. Leger L., Tabl. Zool., 3, 1—183, 1892.
63. Её ger L., Bull. Mus. Marseille, 1, 71—123, 1898.
64. Liger L., C. R. Acad. Sci., Paris, 131, 722, 1900.
65. Leger L., Arch. Zool. exper. et gin., 8, Notes et Revue, 1—3, 1900.
66. L ё g e r L., Arch. f. Protistenk., 3, 358—366, 1904.
67. Leger L., Arch. f. Protistenk., 8, 159—202, 1907.
68. Её ger L., Arch. f. Protistenk., 18, 83—100, 1909.
69. L e g e r L., D u b о s c q O., Arch, de Parasitol., 6, 377—472, 1902.
70. Её ger L., D u bo s c q O., Arch. f. Protistenk., 4, 335—383, 1904.
71. Её ger L., H a g e n m ii 11 e r P., Arch. Zool. exper. gin., 8, Notes et Rev.,
3, 40—45, 1900.
72. L i p a J. J., Protozoan infections other than sporozoa. Insect Pathology, II,
335—361, Academic Press, New York, 1963.
73. Ludwig F. W., Trans. Amer. Soc. Mier., 65, 189—244, 1946.
74. Ludwig E. W., Trans. Amer. Soc. Microscop., 45, 22—33, 1947.
75. Maassen A., Mitt. Rais. Biol. Reichsanstalt, 16, 51—58, 1916.
76. M a c h a d о A., Mem. Inst. Oswaldo Cruz. 5, 32—44, 1913.
77. Machado A., Mem. Inst. Oswaldo Cruz, 5, 5—15, 1913.
78. Mattes O.. Sitzber. Ges. Beford. Naturwiss., Marburg., 62, 382—400. 1927.
79. Mayer M., Pifano F. Arch. Venez. Pat. Trop. Paras. Med., 1, 335, 1949.
80. Morgenthaler O., Schweiz. Bienen Ztg., 48, 279—283, 1925.
446
81. Mor gen thaler O., Schweiz. Bienen Ztg., 62, 86—92, 154—162, 205—215,
1939.
82. Morgenthaler O., Schweiz. Bienen Ztg. (Beiheft), 7, 285—336, 1944.
83. Moroff Th., Arch. f. Protistenk., 8, 17—51, 1906.
84. Morris S., J. Morphol., 59, 225, 1936.
85. M ti s g r a v e A. J., M а с к i n n о n D. L., Proc. R. Ent. Soc. London, A.
13, 89—90, 1938.
86. Naville A., Zellforsch. u. Mikrosk. Anat., 11, 375—396, 1930.
87. No 11 er W., Arch. f. Protistenk., 34, 295—335, 1914.
88. N 6 11 e r W., Prowazek J., Handbuch der pathogenen Protozoen, Jena,
1931.
89. О s i m a n i J. J., J. Parasitol., 28, 147—154, 1942.
90. P a i 11 о t A. C. R. Acad. Sci., 177, 463, 1923.
91. Paillot A., C. R. Acad. Sci., 185, 673—675, 1927.
92. P a 11 о n W. S., Strickland S. A., Parasitology, 1, 322, 1908.
93. Ptrez Ch., Arch. f. Protistenk., 2, 1—12, 1903.
94. Pinto C., Mem. Inst. Oswaldo Cruz., 15, 84—106, 1912.
95. Pinto C., Bol. Biol. S. Paolo, Brazil, 7, 86, 1927.
96. Poisson R., Arch. Zool. exper. g&n., 64, 57—62, 1925.
97. Poisson R., Ann. Parasitol., 3, 28, 1925.
98. Poisson R., Bull. Biol. France Belgique, 61, 374—383, 1927.
99. Poisson R., C. R. Soc. Biol., 103,1057—1061, 1930.
100. Poissson R., C. R. Soc. Biol., 103, 1061, 1930.
101. Полтев В., Пчеловодство, 2, 46—48, 1953.
102. P г e 11 H., Z. angew. Entomol., 12, 163—168, 1927.
103. Prinsloo H. E„ Suid Afrik. Tydskr. v. Landbouwetenskap, 3, 1960.
104. Prinsloo H. E., Suid Afrik. Tydskr. v. Landbouwetenskap, 4, 1961.
105. Ray H., Parasitology, 25, 392—396, 1933.
106. Reich enow E., Zschr. f. Protistenk., 84, 431—445, 1935.
107. Reyer W., Z. f. Parasitenk., 9, 478—522, 1937.
108. Robin L. A., C. R. Acad. Sci., 202, 512—515, 1936.
109. Sautet J., Ann. Parasitol. hum. comp., 8, 241, 1930.
110. Schneider A., Arch. Zool. exper. gin., 4, 493—604, 1875.
111. Schneider A., C. R. Acad. Sci., 96, 1378, 1883.
112. Schneider A., Arch. Zool. exper. gin., 2, 11—126, 1884.
113. Schneider A., Tableaux zoologiques, 1, 4, 1885.
114. Schulz-Langner E., Bienenzucht, 10, 147—149, 1957.
115. Schulz-Langner E., Naturwissensch., 48, 137, 1961.
116. Shortt H. E., Ind. J. Med. Res., 10, 908, 1923.
117. Shortt H. E., В a r r a u d P. J., C r a i g h e a d A. C., Ind. J. Med. Res.,
13, 947—959, 1926.
118. Shortt IT. E., S w a m i n a t h C. S., Ann. Brun. Ind. J. Med. Res., 15,
539—552, 1927.
119. Splendore A., Ann. d'lgiene, 30, 445, 560, 622, 1920.
120. Steinhaus E. A., Insect microbiology, 763 pp., Comstock, N. Y., 1946.
121. Steinhaus E. A., Principles of insect pathology, 757 pp., McGraw-Hill,
1949.
122. Steopoe J., C. R. Soc. Biol., 98, 1365—1366, 1928.
123. Theodorides J., Les parasites et commensaux des Geotrupini, Riv., 1952.
124. Theodorides J., Vie et Milieu, Suppl. 4, 310 pp., 1955.
125. Theodorides J., Or mi fires R., Vie et Milieu, 9, 310—324, 1959.
126. Thompson P. E., Huff C. G., J. Infect. Dis., 74, 68—79, 1944.
127. Toumanoff С., C. R. Acad. Sci., 228, 506—508, 1949.
128. Toumanoff C„ C. R. Acad. Sci., 227, 1274—1276, 1947.
129. Tuzet O., Mani er J. F., Ann. Sci. Nat., Zool. et Biol, anim., lie Sfir. 13,
343—349, 1951.
130. Vincent M., Parasitology, 19, 394—400, 1927.
131. Wallace F. G., J. Parasitol., 29, 196, 1943.
132. Wallace G. F., Clark T. В., J. Protozoal., 6, 58—61, 1959.
447
133. W a 11 a c e G. Е., С 1 а г к Т. В., D у е г М. I., С о 11 i n s Т„ J. Protozoal.,
7, 390—392, 1960.
134. Watson М. Е., Ill. Biol. Monographs, 2, 258 pp., 1916.
135. We ny on С. M., Parasitology, 4, 273—344, 1911.
136. Weiser J., Zool. entom. listg, 1, 252—264, 1952.
137. Weiser J., Vest. Cs. spot, zool., 16, 199—211, 1954.
138. Weiser J., Vest. Cs. spol. zool., 17, 73—90, 1954.
139. Weiser J., Cs. parasitologie, 1, 179—212, 1954.
140. Weiser J., Arch. f. Protistenk., 100, 127—142, 1954.
141. Weiser J., J. Protozool., 2, 6—12, 1955.
142. Weiser J., Cs. parasitologie, II, 181—184, 1955.
143. Weiser J., Vest. Cs. spol. zool., 19, 374—380, 1955.
144. W e i s e r J., Z. f. PflKrankh. u. Pflschutz, 63, 625—638, 1956.
145. Weiser J., Int. Coll, de pathol. d'insectes, Paris, 105—107, 1962.
146. Weiser J., Beard R., J. Insect Pathol., 1, 99—106, 1959.
147. Weiser J., Wille H„ Cs. parasitologie, VII, 351—354, I960.
148. Wicking'en H„ Wien. Tierarzil. Monatschr., 25, 276—278, 1938.
149. Ya rwood E. E., Parasitology, 29, 370—390, 1937.
150. Zotta G., C. R. Soc. Biol., 92, 547, 1925.
151. Zotta G., Ann. Sci. Univ. Jassy, 12, 35—97, 1923.
Neosporidia Schaudinn
В результате исследований спорозойных простейших к концу
прошлого века было получено достаточно данных, чтобы можно
было отчетливо разделить их на две основные группы. Грегари-
ны, кокцидии и гемоспоридии образуют гаметы, различающиеся
по форме или окрашиваемости, и в их спорах находятся в боль-
шом количестве веретеновидные спорозоиты. В то же время у ми-
кроспоридий, миксоспоридий, актиномиксидий и других малочис-
ленных групп простейших самостоятельные гаметы совсем не раз-
виваются. В редких случаях встречаются изогаметы, но обычно
этим простейшим присущи автогаметы, образующиеся в одной
клетке путем ступенчатой дифференциации двух ядер. У большин-
ства видов образовавшиеся в споре амебоподобные зародыши, а
у ряда других видов также хорошо выраженные полярные нити
выстреливаются из споры наружу. В связи с этим Шаудинн выде-
лил две главные группы: подкласс Telosporidia (включающий
Gregarinida, Coccidiida и Haemosporidiida) и подкласс Neospori-
dia, куда входят Microsporidiida, Myxosporidiida и Actinomyxidi-
ida, а также Sarcosporidiida и Haplosporidiida. Дофлейн через
год выделил Sarcosporidiida в самостоятельную группу из-за раз-
личий в строении, отделил также Haplosporidiida, а из остальных
групп образовал подкласс Cnidosporidia 1 — организмов, снаб-
женных полярными нитями. Позднее подкласс Telosporidia был
преобразован в класс под старым названием Sporozoa и выделен
класс Cnidosporidia. Электронно-микроскопические исследования
1 Окончания названий отрядов даны в современной транскрипции названий,
данных Дофлейном.— Прим. ред.
448
спор Cnidosporidia показали, что полярные нити у микроспори-
дий, миксоспоридий и актиномиксидий хотя и являются основным
элементом их строения, но, однако, существенно отличаются по
своему происхождению и функциям.
В связи с этим некоторые авторы [204] сомневались в ста-
бильности класса Cnidosporidia. Для решения этого вопроса еще
недостаточно сравнительных материалов и необходимы дополни-
тельные исследования в области гомологии и аналогии элементов
строения простейших. Для целей данной книги необходимо руко-
водствоваться таксономической схемой, которая обобщала бы близ-
кие по организации группы. Опыт показывает, что Haplosporidia
по строению и развитию спор стоят ближе к микроспоридиям,
чем к какой-либо иной группе. Обе эти группы здесь объединены
в предложенный Шаудинном класс Neosporidia, характеризующий-
ся процессом схизогонии с наличием интрацеллюлярных, мало-
ядерных стадий и процессом гамогонии, при котором возникают
споры с амебоподобным, не имеющим определенной формы спо-
розоитом. В класс Neosporidia Schaudinn входят четыре отряда:
Haplosporidiida Caullery et Mesnil, Microsporidiida Balbiani, My-
xosporidiida Bfltschli и Actinomyxidiida Stole.
Виды двух первых отрядов, встречающиеся в насекомых, име-
ют сходный цикл развития, который можно разделить на период
схизогонии и* период гамогонии и спорогонии. Схизогония в обоих
отрядах происходит в тканях хозяина, в цитоплазме пораженных
клеток. Из зародыша, проникшего в тело хозяина, созревает схи-
зонт, вырастающий в шаровидную или удлиненную стадию с не-
сколькими ядрами, вновь распадающуюся на одноядерные мерон-
ты. Процесс схизогонии у большинства видов повторяется до тех
пор, пока паразит не размножится в такой степени, что приоб-
ретет господствующее положение в теле хозяина. В определен-
ный момент структура сформировавшихся стадий изменяется, и
возникают обычные формы с пузыревидным ядром, в котором
хроматин расположен в хромосомах. Возникают раздельные изо-
гаметы, что мы предполагаем у гаплоспоридий, или образуются
двуядерные формы, известные как диплокарионы, где гаметы
представлены лишь дифференцированными ядрами одной и той
же клетки, которые сливаются и превращаются в зиготу, а из
нее в дальнейшем развиваются споронты. В процессе спорого-
нии после одного или нескольких делений образуются споробла-
сты, которые, созревая, дают споры с прочной оболочкой. Споры
монолитны, у некоторых видов (Haplosporidia — из организма
червей) имеют поры. Внутри споры обычно имеется зародыш,
форма которого соответствует самой споре. Помимо того, в спо-
ре образуется обычно шаровидный поляробласт, соответствующий
остаточному телу кокцидий и играющий такую же роль, как и
остаточное тело, т. е. при контакте с внешней средой создаю-
щий давление, способствующее раскрытию споры и оставлению
ее зародышем при выбросе полярной нити микроспоридией.
29 Я. Вейзер
449
Полярная нить — аналог спородукта грегарин, так как она выно-
сит зародыш из споры, так же как и спородукт споры из цисты.
Виды Neosporidiida являются паразитами тканей беспозвоноч-
ных и позвоночных животных. Хозяевами простейших из Haplo-
sporidiida являются главным образом моллюски и черви. Виды,
живущие в насекомых, отличаются в некоторых деталях от типич-
ных видов этого отряда. Виды отряда Microsporidiida имеют зна-
чительно более широкий круг хозяев, большинство которых от-
носится к насекомым.
HAPLOSPORIDIIDA CAULLERY ET MESNIL
В этот отряд ранее было включено более 30 видов, преимуще-
ственно паразитов клещей, ракообразных, моллюсков и позвоноч-'
ных животных. Позднее часть видов этих простейших признали
низшими грибами сем. Chytridiaceae. По нашему мнению, для
простейших рода Haplosporidium, связанных с насекомыми, необ-
ходимо образовать новый самостоятельный род. Однако их био-
логия еще недостаточно изучена, поэтому таксономическое поло-
жение таких видов можно будет точнее определить лишь после
детального исследования.
Haplosporidium bayeri Weiser
Этот паразит жирового тела личинок поденки Cloeon rufulum
Mull, встречается относительно редко. Паразит проникает во все
части жирового тела хозяина, которое в результате инвазии силь-
но редуцируется и, утоньшаясь, превращается в топкий покров
кишечника. Схиозонты образуют форму с несколькими ядрами с
заметными зернами хроматина в них. В конце схизогонии образу-
ются крупные, размером 3X4—5 мк, пузыревидные формы с
большим ядром, которые мы считаем гаметами. Они расположены
парами между схизонтами в пораженной ткани, и при их соеди-
нении возникает зигота, вырастающая в сферический плазмодий,
панспоробласт (5—17 мк), в котором развивается 16—25 и более
ядер, а после дальнейшей дифференциации — такое же количе-
ство спор. Споры яйцевидные, размером 1,5X2 мк, остаются в
панспоробластах. Панспоробласты освобождаются из лопающихся
пораженных клеток и циркулируют в полостной жидкости по все-
му телу поденки. Остальные органы, кроме жирового тела личи-
нок и нимф поденки, не поражаются. Зараженные личинки нор-
мально подвижны, но выглядят немного более мутными, пожел-
тевшими. Споры паразита высвобождаются после гибели нимфы
перед окончанием метаморфоза.
Haplosporidium typographi Weiser
Этот паразит имеет намного большее значение для популяций
насекомых. Он поражает кишечный эпителий короеда Ips typo-
graphy L. В небольших сферических цистах протекает схизого-
450
ния. Наряду с одноядерными яйцевидными схизонтами в теле на-
секомого появляются и многоядерные схизонты, которые рас-
падаются на множество меронтов, собранных в группы в форме
ягоды шелковицы или малины. Цисты, образовавшиеся в клетках
эпителия, где протекает схизогонии, разрываются, и меронты вы-
падают в полость кишечника. С перемещающейся пищей они по-
падают на непораженные клетки, проникают в них, и там повто-
ряется схизогонии. Стадия развития, которая представляла бы
гаметы, не обнаружена. В клетках пораженного кишечного эпи-
телия можно обнаружить сферические плазмодии с большим чис-
лом ядер, заключенных в прочную пленку и делящихся на 20—30
споробластов, шаровидных клеток с одним ядром, которые также
заключены в прочную оболочку. Таким путем возникают панспо-
робласты, или шаровидные цисты, диаметром обычно 8 мк, в кото-
рых относительно свободно лежат шаровидные споры диаметром
1—1,5 мк. Цисты из разрушенного эпителия выпадают в кишеч-
ник короеда и с экскрементами выходят наружу, деформируясь
при этом и приобретая неправильно колоколовидную форму. Ци-
сты очень плохо окрашиваются анилиновыми красителями.
Паразит поражает только кишечник личинок и взрослых коро-
едов, поэтому проще всего его. можно обнаружить путем просмот-
ра кишечника, вытянутого из тела насекомого. Гаплоспоридии
сидят непосредственно под мышечными тканями кишечника и
хорошо заметны в неизмененном препарате. Они сосредоточе-
ны в мелких шаровидных цистах за кардиальной частью кишеч-
ника, а панспоробласты концентрируются в узлах, где наиболее
слаба перистальтика. На срезах кишечника видно, что инфекция,
концентрирующаяся за кардиальным отделом, вызывает перфо-
рацию кишечного эпителия и полностью разрушает стенку кишеч-
ника па пораженных участках. При сильном развитии болезнь
смертельна для личинок и жуков короеда, а при слабом зараже-
нии болезнь протекает медленно и сохраняется во взрослых насе-
комых. Часть пораженных клеток отделяется от эпителия и вы-
деляется через кишечник наружу. В колонии короедов, заражен-
ной этой болезнью, цисты паразита встречаются в экскрементах
личинок и жуков, и с экскрементами инфекция передается здо-
ровым особям. Перфорация кишечника не причиняет личинкам
большого вреда, так как короеды питаются стерильной пищей и
бактериальное загрязнение кишечника незначительно.
Болезнь зарегистрирована только для короеда Ips typogra-
phic L.; другие виды короедов в той же местности не поражались.
Распространение болезни в популяции колебалось от 18%' зара-
женных жуков в старом очаге в районе Марианских Лазней до
2,1% в окрестностях Горшовского Тына и 1,5%’ в Коритарской
долине Словакии [333, 335]. В короедах встречается и другой вид
возбудителя, которого из Ips typographic выделил и описал Фуш
как Telosporidium typographic Паразит образует яйцевидные спо-
ры размером 16X6 мк, с толстой оболочкой, поражает жировое
29*
451
тело жуков, разрушает его, и инфекция переходит в полость те-
ла. Жуки погибают с раскрытыми надкрыльями. Подробных дан-
ных о цикле развития этого простейшего не имеется. Фуш ука-
зывает только о наличии в жировом теле «трофозоитов» разме-
ром 12—13X4 мк.
Нaplosporidium tipulae Huger
Эта гаплоспоридия поражает клетки эпителия средней кишки
долгоножки Tipula paludosa Meigen. При последовательных пере-
заражениях по мере развития болезни весь эпителий кишечника
заполняется- гаплоспоридиями на различных стадиях развития, и
болезнь в конечном итоге переходит в проксимальную часть маль-
пигиевых сосудов. Пораженные клетки эпителия выпадают в по-
лость кишки, с течением времени регенерация погибших клеток
замедляется^ и наконец прекращается. Кишечный эпителий ос-
лабляется, слущивается до мышечной ткани, которая содержит
массу спор паразита и слущившийся эпителий, причем этот про-
цесс распространяется в направлении к анальному отверстию.
Обычно болезнь развивается в комплексе с бактериальными сеп-
тицемиями и приводит к гибели личинок долгоножки. Личинки,
зараженные в более позднем возрасте, переносят болезнь, и она
переходит к куколке и даже к взрослым особям. В конечной ста-
дии развития болезни ее можно диагностировать по внешним
симптомам — у больных насекомых просвечивающий кишечник
мутно-белого цвета, пораженные личинки отстают в развитии,
перестают питаться, худеют. После проникновения паразита в эпи-
телий в клетках последнего развивается многоядерный плазмодий
со слабо окрашивающимися веретеновидными ядрами [112]. После
распадения плазмодия образуются одноядерные формы, которые
проникают в новые клетки и вырастают до 10—12 мк. Ядро этих
образований митотически делится на два дочерних ядра, которые
сразу же проходят дальнейшее асимметричное деление, при ко-
тором часть хроматина перемещается к поверхности клетки и ис-
чезает.
В дальнейшем, по-видимому, происходит воссоединение обоих
ядер в одно ядро. Возникшая таким образом особь вновь
делится и образует плазмодии, в которых вокруг ядер дифферен-
цируются многогранные участки плазмы, из которых развивается
30 и более спор. Природный панспоробласт имеет размер
30—50 мк.
Споры с тонкой оболочкой, яйцевидные до широкояйцевид-
ных, одноядерные, лишь в единичных случаях с двумя ядрами,
размером 10—12,5X9—И мк, чаще всего 11X10 мк. При фикса-
ции или высушивании споры деформируются, принимая форму
сдавленного мячика илй лодочки. Внутри споры находится ядро
размером 4 мк и несколько зернышек, которые окрашиваются
судаком черным как липиды. Ядро дает сильную фульгенову
452
реакцию, оболочка спор дает реакцию на полисахариды, а с по-
мощью кармина Беста в плазме обнаружены полисахариды. Обо-
лочка споры монолитная, споры не имеют отверстий (пор). В при-
роде болезнь встречается очень редко, однако в некоторых
случаях наблюдалось сильное заражение, так, например, в популя-
ции долгоножки в окрестностях Ольденбурга было поражено 25%'
особей.
Nephridiophaga apis Ivanic
Данный вид является единственным представителем этого ро-
да. Он паразитирует в мальпигиевых сосудах медоносной пчелы.
В клетках сосудов зараженных насекомых паразит присутствует
в стадии одно- и двуядерных схизонтов и мелких плазмодиев с
небольшим числом ядер, из которых развиваются яйцевидные
споры с одним ядром. Болезнь обнаружена лишь однажды, по-
видимому, она была перенесена на пчел с другого хозяина.
MICROSPORIDIIDA BALBIANI — МИКРОСПОРИДИИ
Микроспоридии — типичные представители класса Neosporidi-
ida, характерные тем, что являются внутриклеточными паразита-
ми, размножающимися путем схизогонии, имеют половые стадии
развития — автогаметы и при спорогонии образуют одну или
много спор, каждая с одним амебоидным зародышем.
Развитие микроспоридий. Микроспоридии попадают в тело хо-
зяина с пищей. В кишечнике спора открывается и выбрасывает
полярную нить, и с ней выходит или выдавливается зародыш
(планонт), который должен проникнуть в ткани тела хозяина.
Зародыш — мелкое, овальное, амебовидное образование, с одним
ядром, возникшее в результате разделения двуядерного зароды-
ша сразу же после его выхода из споры. Обычно размер зароды-
ша несколько больше 1 мк. Планонт (зародыш) проникает в ки-
шечный эпителий и по мере продвижения преобразуется в
схизонт, очень похожий по строению на планонт, но несколько круп-
нее.
Схизонты циркулируют в гемолимфе хозяина, проникают в
ткани, химический состав которых отвечает их требованиям, где
оседают и растут в цитоплазме клеток, пока не образуются сфе-
рические или яйцевидные, многоядерные схизонты, которые затем
вновь делятся на одноядерные меронты. В то время как ядра
первых схизонтов в большинстве случаев плотные и равномерно
заполнены хроматином, после распада схизонтов появляются ме-
розоиты с пузыревидным ядром, с кариосомой в центре. Плазма
меронтов вакуолирована и слабее окрашивается красителями.
Меронты вновь вырастают в яйцевидные, округлые или лентооб-
разные схизонты, которые вновь делятся на небольшие отрезки.
Обычно при этом делении образуются формы’с двумя лежащими
453
Рис. 56. Цикл развития микроспоридий рода Thelohania-.
1 — двуядерный планонт; 2—4— первая серия делений схизогонии; 5 — меронт; 6— нара-
стающая лентовидная стадия; 7 — образование диплокариоитов; 5, 9 — превращение ди-
плокарионта в меронт; 10 — днплокариоит; //—М — стадия бурных митозов (автогамия);
15 — споронт; 16 — восьмиядерный плазмодий; 17 — отделение споробластов в оболочке панс-
поробласта; 18 — споробласт, освобожденный из панспоробласта; 19 — созревшая спора;
20 — спора с выброшенной стрекательной нитью и зародышем на ее конце.
близко друг к другу ядрами, уплощенными в местах соприкос-
новения, которые растут и достигают размера, в несколько раз
превышающего размер ядра схизонта. По наличию попарно сбли-
женных ядер Дебезье [42] назвал эту стадию диплокариотической,
но вероятнее, что это автогаметоциты. Два ядра, лежащих близко
друг к другу, как кофейные зерна, представляют женское и муж-
ское ядра в общей цитоплазме. Дифференциация ядер происходит
в процессе сложного развития, при котором хроматин распреде-
ляется по ядру в виде мельчайших гранул. Оба пузыревидных яд-
ра разбухают и сливаются. Возникшее таким путем единое ядро
образует ленточки хромосом, и происходит митоз, результатом
которого являются два дочерних ядра. Число хромосом, неодина-
ковых по длине, колеблется от 6 до 12. После деления ядер про-
исходит разделение плазмы и образуются два споронта. У неко-
торых родов микроспоридий (Qctosporea, Bacillidium) оба ядра
и после перехода в покоящуюся стадию остаются постоянно друг
возле друга и делятся всегда одновременно; таким образом, в ста-
дии спорогонии микроорганизм всегда двуядерный.
454
При прохождении спорогонии из одноядерных споронтов обра-
зуются споробласты и споры в разном количестве в зависимости
от родовой принадлежности организма. Споронты имеют два важ-
ных регулирующих механизма: механизм, определяющий число
последовательных делений ядер, и механизм, определяющий объ-
ем возникающих стадий. Механизм, регулирующий деление ядер,
предопределяет их одновременное деление до 4—5 делений (16—
32 ядра). В случае дальнейших делений концентрация вещества,
воздействующего на этот процесс, настолько понижается, что по-
является аномалия и число образовавшихся ядер не соответству-
ет предполагаемому. Вначале ядра делятся одновременно, затем
друг за другом.
Механизм, определяющий объем возникающих стадий, одно-
временно предопределяет, при каком количестве ядер должно
прекратиться их деление. Таким образом, возникают плазмодии с
2, 4, 8, 16 или 32 ядрами, однако более 80% образовавшихся
плазмодиев имеют одинаковое количество ядер. У некоторых групп
микроспоридий имеются исключения из этого правила". Так, на-
пример, микроспоридии рода Stempellia в равной мере часто име-
ют панспоробласты с 4, 8 или 16 ядрами, вместе с тем масса плаз-
модиев обычно одинаковая и споры из четырехядерного панспо-
робласта намного крупнее, чем из 16-ядерного. У видов рода РН-
stophora все споры одинаковы, хотя в различных по размеру
плазмодиях образуется разное число ядер, иногда более 100, но
также только 3 пли 5 ядер, т. е. не соответствующее нормальному
порядку их деления. В этом случае сохраняется зависимость ве-
личины споры от соотношения размера плазмодия и количества
ядер в нем, но одновременного деления ядер не происходит. Не-
которые ядра быстро прекращают деление, в связи с чем возни-
кает нечетное число ядер и спор в панспоробласте.
При спорогонии из споронта возникает споробласт (у видов
с одной спорой) или из плазмодия развивается панспоробласт со
многими спорами. Плазмодии сохраняют оболочку, в которую они
заключены и в тот период, когда их содержимое дифференциро-
валось на множество одноядерных споробластов. Споробласты ша-
ровидные, позднее становятся удлиненными, и на их поверхности
образуется прочная, стойкая оболочка споры. У многих видов
микроспоридий оболочка панспоробластов подвергается автолизу,
и споробласты или споры освобождаются и располагаются в бес-
порядке. Такие виды здесь исключены из рода Nosema и отнесены
к родам, которым свойственны формы, недоразвитые в стадии
спорогонии, еще способные удерживаться в группах.
У других видов споры удерживаются в группах остатками
плазмы плазмодия и после того, как исчезает оболочка панспоро-
бласта. У некоторых видов оболочка панспоробласта сохраняется
до высвобождения спор из тела хозяина. На оболочке панспоро-
бластов микроспоридий из рода Trichoduboscqia имеются четыре
длинные иглы, закрепленные основаниями в оболочке и в период
455
Рис. 57. Схема процесса выбрасывания стрекательной нити и зародыша
из споры микроспоридий:
а — покоящаяся спора микроспоридии; б — момент, когда в спору проникла жидкость
и поляробласт начинает разбухать; в — поляробласт переместился под зародыш н выдав-
ливает его н стрекательную нить в верхнюю часть споры; г — стрекательная нить выдав-
лена наружу, зародыш вдавливается в канал нити; д — зародыш, проходя через отверстие
споры в канал нити, удлинится и будет выброшен через него в виде маленького шарика.
нахождения в теле хозяина прилегающие к оболочке панспоро-
бласта. Панспоробласты с половинным числом спор имеют лишь
две такие иглы. Споры микроспоридий, образующиеся в конце
цикла развития, по своей форме и размерам типичны для вида.
В одном и том же хозяине размеры спор определенного вида
микроспоридии колеблются очень мало. Наличие спор разных
размеров является признаком, типичным лишь для определенных
видов (Stempellia sp.).
Размер спор микроспоридий одного и того же вида, но из раз-
личных местностей или из разных хозяев может колебаться в
пределах 1 мк. Подобные колебания возможны и у спор в одном
хозяине.
Наряду со спорами нормальной величины у ряда видов ми-
кроспоридий имеются также макроспоры. Такие споры образуют-
ся в споробластах, где не произошло последнее деление, и по-
этому ядро и плазма имеют удвоенную массу. Размер спор ми-
кроспоридий колеблется от 1,5—2 мк до 16—25 мк в длину и от
1 до 6—8 мк в ширину.
Форма спор у разных групп микроспоридий различна. У видов
сем. Nosematidae споры яйцевидные, грушевидные или почковид-
ные, обычно их длина превышает ширину не более чем в 2 раза.
У видов сем. Cougourdellidae споры клиновидные, умеренно изо-
гнутые, их длина более чем в 2 раза превышает ширину. Длин-
ные цилиндрические споры имеют виды сем. Mrazekidae. На по-
456
верхности спор некоторых видов микроспоридий имеется рыхлый
желатиноподобный покров, который в воде разбухает и увеличива-
ет объем споры в несколько раз; этим повышается способность спор
к всплыванию. Споры микроспоридий рода Caudospora имеют с
двух сторон полоски слизи, которые играют ту же роль, что и
указанный разбухающий покров. У ряда видов (Caudospora, Mrd-
zekia) споры имеют длинные саблевидные хвостовые придатки.
Внутреннее строение при наличии небольших колебаний оди-
наково для всех микроспоридий. Споры имеют монолитную, двух-
слойную оболочку толщиной 0,2—0,4 мк. Внутри споры находятся
зародыш и органеллы, способствующие его переносу. Зародыш
амебоподобный, с одним или двумя ядрами, не имеет видимой
оболочки и какой-либо определенной формы. К суженной вершин-
ной части споры прикреплено основание стрекательной нити —
характерной органеллы микроспоридий. Оболочка споры состоит
из хитиноподобного полисахарида. На верхушке споры оболочка
более пластична и окрашивается по Мак-Манусу более интен-
сивно.
Стрекательная (полярная) нить микроспоридий представляет
вытянутое образование, выходящее из верхушки споры и прохо-
дящее по продольной ее оси к одной из сторон споры, а затем
свернутое спирально в несколько витков вокруг зародыша под
оболочкой споры [175]. Витки нити у одних видов микроспоридий
лежат в один, у других в два слоя, в зависимости от длины нити,
которая колеблется от 20 до 200 мк. У некоторых видов, как, на-
пример, Nosema apis Zander или Glugea trichopterae W., длина
стрекательной нити достигает 400 мк. Толщина нити 0,2—0,3 мк.
Под электронным микроскопом поперечные срезы нити видны как
округлые диски с компактной поверхностью и более темной серд-
цевиной, подобно волокнистой оси у некоторых видов простейших
класса Ciliata [112]. Нить полая и лежит в споре в вывернутом
наизнанку состоянии, так что при выбрасывании ее внешняя по-
верхность становится внутренней, а фибриллы из стержня, укре-
пляющие нить, перемещаются на поверхность. У основания нити
в верхней части споры находится небольшое хроматиновое тель-
це, охватывающее основание стрекательной нити. В верхней части
споры расположен поляропласт — сферическая вакуоль, находя-
щаяся вне зародыша и образовавшаяся в процессе дифференциа-
ции споры. Характер и функции поляропласта аналогичны оста-
точному телу других простейших. Стрекательная нить проходит
через эту вакуоль, заполненную жидким, пластическим содержи-
мым, в котором под электронным микроскопом можно обнару-
жить бесформенные нитевидные или пластинчатые структуры.
Раздражителем для выбрасывания стрекательной нити и зароды-
ша из споры служит повреждение верхней части оболочки споры
вблизи от основания нити. Поляробласт под воздействием внеш-
них факторов разбухает, давит на содержимое споры, и под этим
давлением стрекательная нить начинает выбрасываться из споры,
457
выворачиваясь при этом на «лицевую» сторону. В канал нити под
давлением поляропласта, который к этому моменту переместился
под зародыш в нижнюю, широкую часть споры, входит зародыш,
растягивая эластичную нить в каплевидное расширение, переме-
щающееся по нити по мере продвижения в ней зародыша [144].
Этот процесс ранее наблюдался и другими исследователями [249,
238], но не был документирован фотографиями. Крамер [144] на
фиксированном и окрашенном материале проследил различные
фазы прохождения зародыша через стрекательную нить Nosema
whitei W., а Лом и Вавра [204] засняли на кинопленку весь этот
процесс у спор Plistophora hyphessobryconis W. Стрекательная
нить под давлением поляропласта выбрасывается из споры за до-
ли секунды и благодаря тому же давлению приобретает упру-
гость тонкой иглы, которая прикрепляется к встреченному пре-
пятствию (кусочки целлюлозы в кишечнике хозяина), а может и
проколоть оболочку клетки, после чего на конце нити открыва-
ется проход для выхода зародыша. Роль стрекательной нити за-
ключается в том, что она, с одной стороны, служит своего рода
якорем, замедляющим прохождение споры через кишечник, с дру-
гой — проводит зародыш внутрь клетки через ее оболочку или хо-
тя бы доставляет его непосредственно к стенке кишечника.
Подобная стрекательная нить развита и у видов других се-
мейств микроспоридий. У видов сем. Mrazekidae базальная часть
нити утолщенная, более плотная и образует манубриум — прочное
образование, проходящее по всей длине споры. Выбрасывание ни-
ти у микроспоридий рода Mrdzekidae начинается с выворачивания
манубриума [204].
Ядро зародыша сферическое, в процессе развития делится на
два. У видов сем. Mrazekidae ядра удлиненные, иногда стружко-
образно скручены вокруг мапубрпума.
Описана микроспоридия Telomyxa glugeiformis [194], которая
имеет на каждом полюсе яйцевидной споры по короткой стрека-
тельной нити. Кодреану [35] обнаружил в том же хозяине ми-
кроспоридию, которая напоминала Т. glugeiformis, однако ее
споры не имели двух стрекательных нитей, а панспоробласт со-
держал две сближенные споры, прочно соединенные остатками
плазмы и оболочкой панспоробласта. Из обеих спор стрекатель-
ные нити могут выбрасываться одновременно.
У спор Caudospora simulii W. можно обнаружить на одном их
конце два коротких жгутиковых выроста, выходящих из двух
базальных телец.
Устойчивость микроспоридий. Вегетативные стадии микроспо-
ридий сохраняют жизнеспособность лишь при их непосредствен-
ном переносе яйцекладом из тела одного хозяина в тело другого.
Значительно устойчивее споры, хотя и не в такой мере, как это
предполагалось. Опыты со спорами Thelohania hyphantriae W.
и других видов [343], хранимых в воде, показали, что оптимальна
температура от 0 до 5° С, и при ней споры сохраняют жизнеспо-
458
Рис. 58. Типы расположения спор
в панспоробластах.
А — Trichoduboscqia epeori; Б — Glugea
trichoptera; В — Gurleya tetraspora;
Г — G. legeri; Д — G. francottei (в сли-
зистом чехле); E—Thelohania opacita;
Ж ~~T. asterias (в слизистом чехле);
3 — Octosporea chironomi; И — Toxoglu-
gea chloroperlae; К — Spiroglugea octos-
pora; JI — 7 elomyxa glugeiformis.
собность до 13 месяцев. Замораживание или нагревание спор
выше 38° С очень быстро их убивает. Сухие споры еще менее ус-
тойчивы: присохшие к покровному стеклу споры при комнатной
температуре гибнут уже через 3 месяца. Аналогичные результаты
получил и Аллен [2] в своих опытах термической дезинфекции
Nosema destructor St. et Hugh., поражающей при искусственном
размножении Macrocentrus ancylivorus Roh.
Споры микроспоридий устойчивы к неспецифическим пищева-
рительным сокам насекомых и позвоночных животных. При пое-
дании спор хищными насекомыми они проходят неповрежденны-
ми через их кишечник и остаются инфекционными для своих
хозяев. Так была доказана инфекционность для американской бе-
лой бабочки и златогузки спор Thelohania hyphantriae, прошед-
ших через кишечник жуков Xylodrepa quadripunctata L., Caloso-
ma sycophanta L., Cantharis fusca L. или муравья Formica rufa L.
Аналогичной устойчивостью обладали микроспоридии Thelohania
similis W. и Nosema lymantriae W.
Гюнтер [98] наблюдал, что споры Plistophora schubergi Zwolf.
сохранили инфекционность после прохождения через пищевари-
тельный тракт птиц.
Распространение микроспоридий происходит главным образом
с загрязненной спорами пищей. Только у видов, поражающих
яичники хозяев, инфекция передается потомству через заражен-
ные яйца. У видов, споры которых выделяются через кишечник,
инфекция часто передается последующим поколениям загрязнени-
ем поверхности яиц при их откладке, тогда личинка или гусеница
заражаются сразу же при отрождении, прогрызая оболочку яйца.
Некоторые виды микроспоридий переносятся загрязненным яй-
цекладом паразитов. Так, например, Macrocentrus ancylivorus
Roh. переносит Nosema destructor на картофельную моль Gno-
rimoschema operculella Zell. [2]. В Чехословакии переносчиком
Nosema mesnili Paillot на капустную белянку является Apante-
les glomeratus L. и некоторые другие энтомофаги.
Споры микроспоридий открываются под воздействием факто-
ров внешней среды. По всем имеющимся данным, автоинфекция
хозяев микроспоридиями возможна лишь в исключительных слу-
459
чаях, хотя пустые оболочки спор и были случайно обнаружены
в тканях некоторых хозяев. Факторами, вызывающими открытие
споры и выбрасывание из нее стрекательной нити и зародыша, яв-
ляются вещества, проникающие внутрь споры из окружающей
среды. Каким путем вещества проникают в спору извне, точно
не установлено, но, по всей вероятности, местом их проникнове-
ния является часть оболочки споры, где укреплена стрекательная
нить и ближе всего расположен поляробласт. Проникновению из-
вне веществ внутрь споры способствуют специфические условия
в кишечнике хозяина: кислотность, осмотическое давление, раз-
бухание содержимого споры и т. п. Открытие споры и выбрасы-
вание ею стрекательной нити происходят через 5—6 часов после
попадания споры в кишечник. В эпителии кишечника и в гемо-
лимфе, куда проникают схизонты, в начале инвазии микроспори-
дий происходит фагоцитоз проникших особей паразита, однако
обычно он не подавляет болезнь. Как только схизонты проникнут
в клетки хозяина, их фагоцитоз прекращается, воспрепятствовать
же такому проникновению фагоциты не в состоянии.
Несмотря на то что все микроспоридии проходят через стенки
кишечника и гемолимфой разносятся по телу хозяина, у неболь-
шого числа видов они постоянно находятся в эпителии кишечни-
ка и практически никогда не остаются в гемолимфе. Встретив в
теле хозяина пригодную для своего питания ткань, паразит за-
крепляется на ее клетках. Микроспоридии могут поражать лишь
определенные ткани или несколько типов тканей одного характе-
ра или одинакового происхождения, но может происходить и об-
щее поражение всего организма. Заражению разными видами ми-
кроспоридий подвержены все ткани в теле хозяина. Чаще всего
очагами инфекции бывает жировое тело, так как эти ткани богаты
резервными веществами, которые в течение длительного периода
личиночного развития не используются насекомым и в них пара-
зит может размножаться, не причиняя хозяину непосредственного
вреда.
Часто различные органы насекомого заражаются в определен-
ной последовательности. Обычно болезнь начинается в жировом
теле, а затем переходит в прядильные железы или в кишечник.
Иногда сначала заражаются мальпигиевы сосуды, и оттуда ин-
фекция переходит в жировое тело. В иных случаях происходит
общее заражение, при котором постепенно инфицируются все ор-
ганы тела, включая яичники и семенные пузырьки.
Виды микроспоридий, поражающие разных хозяев, во всех
случаях сохраняют избирательность, заражая во всех хозяевах
одни и те же определенные органы. В тех случаях, когда пора-
жению подвержено несколько органов, при слабом заражении па-
разит у одних видов хозяев поражает все эти органы, а у дру-
гих— только некоторые из них. Такая избирательность присуща
некоторым штаммам Nosema bombycis Nageli в отношении раз-
личных рас тутового шелкопряда [316]. При переносе на другого
460
хозяина микроспоридий, специализированных к какому-либо одно-
му органу или некоторым определенным типам тканей, локали-
зация инфекции в теле нового хозяина не изменяется. У видов
микроспоридий, которые поражают несколько видов хозяев, по-
следовательными переносами возбудителя на разных хозяев мож-
но получить линии паразита, настолько отдаленные друг от дру-
га, что искусственное заражение исходного хозяина дает совер-
шенно иной результат. Это явление обнаружили у Plistophora
schubergi Zwolfer. Различия в свойствах разных линий возбуди-
теля возникают в итоге его селекции на тканях различных видов
хозяев.
Влияние инфекции на пораженную клетку. Микроспоридии
развиваются только внутриклеточно, и лишь после разрушения
зараженной клетки вегетативные стадии паразита высвобожда-
ются и переходят в гемолимфу, где их можно обнаружить. После
более или менее длительного передвижения с гемолимфой пара-
зит проникает через оболочку клетки и начинает делиться в ее
цитоплазме, не поражая ядра клетки. Развитие схизонтов в клет-
ке "Приводит к ее увеличению; по мере разрушения клетки ее яд-
ро дегенерирует и в конечном итоге распадается на гранулы хро-
матина. Соседние клетки под воздействием инфекции смыкаются, и
возникают все более и более увеличивающиеся псевдоцисты—
скопления спор, которые используют в качестве оболочки оболоч-
ки клеток пораженных органов. Жир и гликоген плазмы клетки
исчезают, и образуются вакуоли, в которые проникают паразиты.
На микроскопических срезах хорошо заметны такие изменивши-
еся участки жирового тела, и по ним хорошо видна граница зо-
ны распространения паразита в тканях органа.
Поражение различных органов. Развитие болезни в разных
органах тела хозяина происходит одинаковым образом, но степень
причиненного паразитом вреда различна и зависит от того, к на-
рушению каких функций организма привело поражение парази-
том того или иного органа.
Поражение средней кишки. Заражение микроспоридиями сред-
ней кишки приводит к повреждению двух различных слоев ее
стенки; в одном случае поражаются мышечные ткани, в дру-
гом— эпителиальный слой. Но и при заражении кишечного эпи-
телия болезнь может проявиться двояко. При заражении одними
возбудителями (Nosema apis, N. zwoelferi) схизонты и споронты
расположены цепочкой друг за другом рядами вдоль эпителиаль-
ной клетки. Проникновение паразита в новые клетки происходит,
по-видимому, всегда только из полости кишки, но никогда сбоку,
из клетки в клетку. Споры в зараженной клетке постепенно на-
капливаются в ее дистальной части, которая выдается в полость
кишки, затем содержимое такой клетки с массой спор выдавли-
вается эпителиальным слоем в полость кишки и с экскремента-
ми выделяется наружу. В клетке в стенке кишки остается ядро и
небольшая часть спор в плазме. Уничтоженные клетки возмеща-
461
ются новыми из регенерационных узлов эпителия. Такое течение
болезни носит скорее хронический характер, и на нее можно воз-
действовать антибиотиками или химическими веществами, стери-
лизующими содержимое кишечника от планонтов микроспоридий,
которые не способны переходить из зараженной клетки в сосед-
ние незараженные клетки эпителия. Таким путем можно предот-
вратить распространение инфекции в теле хозяина, и его организм
окажется способным побороть болезнь путем регенерации погиб-
ших клеток, даже если примененные химикалии не проникают в
эпителий кишечника.
Другой тип течения болезни лучше всего иллюстрируется на
примере Plistophora schubergi Zwolfer и. характерен тем, что схи-
зонты этой микроспоридии расположены в клетке беспорядочно,
заполняя ее целиком. В соседние незараженные клетки паразит
проникает сбоку из зараженных клеток, не выпадая в полость
кишки. При таком типе развития болезни применение химических
веществ, воздействующих на содержимое кишечника, эффекта не
дает. Пораженная кишка постепенно превращается в сплошную
фарфорово-белую массу спор, и после разрыва нескольких уничто-
женных клеток эпителия в него проникают бактерии, а вся эта
инфекционная масса растекается. До тех пор, пока пораженные
клетки эпителия не разрушились, кишка остается несколько уве-
личенной и опухшей, но, как только клетки полопались, эпителий
превращается в лохмотья, буреет, и в кишке уже не содержится
остатков пищи. Содержимое кишки меняется в зависимости от
степени заражения. В начальной фазе болезни к остаткам пищи
примешаны единичные споры или небольшие группки спор. При
прогрессирующем заболевании доля спор в содержимом кишки
все возрастает. Даже при слабом заражении можно обнаружить
споры внутри мешка перитрофической мембраны, куда они, одна-
ко, могут попасть из прядильных или слюнных желез, которые
иногда также поражаются. При сильном развитии болезни у на-
секомых перитрофическая мембрана не образуется, они не пита-
ются и весь их кишечник заполнен массой спор. В некоторых
случаях, например при заражении комаров микроспоридией
Nosema stegomyiae М. S. S., кишечный эпителий распадается на
отдельные клетки, которые затем разрушаются паразитом и вы-
ходят наружу в виде бесформенных псевдоцист со спорами. Наи-
более сильное развитие болезни происходит вблизи кардиального
отдела кишечника, где споры открываются и выбрасывают стре-
кательные нити- У некоторых видов микроспоридий открытие по-
павших в кишечник спор запаздывает и происходит уже в зад-
ней части средней кишки.
При заражении мышечных тканей кишечника схизонты прони-
кают между эпителиальными клетками к слою мышечных воло-
кон и оседают в связках непосредственно возле ядер. Здесь обра-
зуются сферические пустоты, в которых паразит размножается и
постепенно проделывает удлиненный канальчик вдоль мышечных
462
волокон, в котором остаются единичные схизонты. Канальчики
удлиняются, идя навстречу друг к другу, соединяются, отдельные
очажки инфекции сливаются, и мышечная ткань в конечном ито-
ге принимает форму тонких трубочек, заполненных микроспориди-
ями.
Инфекция может также сконцентрироваться в клетках сое-
динительных тканей, тонкой сеткой обволакивающих кишечник.
При таком заражении пораженные клетки увеличиваются в объ-
еме и выступают над стенкой кишечника в виде розеток, по фор-
ме похожих на мозговую капусту. Подобные случаи можно на-
блюдать при заражении насекомых микроспоридиями Thelohania
wurtni, Nosema binucleata и другими видами.
При таком типе заражения споры обычно не попадают в экс-
кременты, а выпадают в полость тела, подвергаются фагоцитозу
и, окруженные лимфоцитами, разносятся по всему телу.
Передняя кишка (стомодеум) и задняя кишка (проктодеум)
поражаются микроспоридиями лишь при сплошном, общем зара-
жении всего организма.
Мальпигиевы сосуды при заражении микроспоридиями
ведут себя как органы, не имеющие ничего общего с кишечником,
кроме соединения каналов. Микроспоридии, проникающие в эпи-
телий мальпигиевых сосудов, обычно не инфекционны для кишеч-
ного эпителия. Несмотря па это, инфекция проникает в мальпи-
гиевы сосуды из кишечника, где споры открываются и куда
попадают споры, созревшие в сосудах. В ряде случаев, однако, ин-
фекция проникает в мальпигиевы сосуды несомненно не из ки-
шечника, а с гемолимфой из полости тела. Микроспоридиями за-
ражается как верхний толстостенный секреторный участок сосу-
дов, так и тонкостенный нижний реабсорбционный отдел. При
вскрытии больных насекомых видно, что пораженные сосуды —
белые, пятнистые и при сильном развитии болезни — вздутые,
фарфорово-белого цвета, легко ломающиеся. Пораженные пара-
зитом клетки пе могут выполнять свои функции, что приводит к
ослаблению хозяина, снижает его экскрецию и приводит к отрав-
лению уратами. В результате недостаточной реабсорбции воды
нижними частями пораженных сосудов тело хозяина теряет мно-
го влаги.
Слюнные и прядильные железы. У многих хозяев микроспори-
дии проникают прежде всего в их прядильные или слюнные же-
лезы. Схизонты и споры расположены на периферических частях
клеток, в то время как центральные их части свободны от ин-
фекции, и туда постепенно опадают споры микроспоридий, вытес-
ненные последующими стадиями развития со стенок клетки. Спо-
ры и группки спор, выходящие из прядильных желез с секретор-
ными выделениями, погружены в шелковые нити, в связи с чем
уменьшается прочность нитей, в таких местах они легко рвутся.
Созревшие споры выходят из тела хозяина неоткрывшимися вме-
сте с экскрементами.
463
Заражение микроспоридиями слюнных желез комаров наруша-
ет секреторную деятельность этих желез. Споры паразита выхо-
дят наружу со слюной и становятся источником инфекции для
здоровых насекомых, питающихся в том же месте (сладкий сок
цветов, вода у края водоема, ватные поилки при лабораторном раз-
ведении насекомых и т. п.).
Трахеи. Чаще всего в трахейной системе микроспоридии
поражают звездообразные клетки, которыми заканчиваются тра-
хеи в других тканях, причем последние в этом случае также за-
ражены. Матрица трахей, являющаяся выростом гиподермы, по-
степенно инфицируется последующими развивающимися стади-
ями паразита, при этом матрица не увеличивается в размерах, но
дегенерирует. Заражение трахей, как правило, происходит лишь
в том случае, когда болезнь поразила среднюю кишку и гиподер-
му, а поражение трахей только сопутствует этому. Наиболее
важным следствием заражения трахей является повреждение их
звездообразных концевых клеток, что затрудняет поступление кис-
лорода в органы насекомого.
Кожные покровы. Микроспоридии относительно часто пора-
жают гиподерму и ткани, которые церизируют хитиновый покров
насекомых, развиваясь здесь в изолированных очажках или по-
всеместно. Снаружи поражение гиподермы почти совсем неза-
метно. Интересно, что при линьке насекомых клетки старой ги-
подермы, заполненные спорами, остаются на поверхности хитина
вновь образовавшегося кожного покрова. Группки таких клеток
со спорами на кожном покрове перелинявших гусениц тутового
шелкопряда, зараженных ноземой, окружены почерневшей ссох-
шейся гемолимфой и образуют темные пятнышки, в связи с чем
эта болезнь получила название «пебрина». То же можно наблю-
дать у гусениц капустной белянки при сильном заражении их
Nosema mesnili Paillot.
Мышцы. При поражении микроспоридиями мышечных тканей
насекомых болезнь протекает так же, как описанное ранее пора-
жение мышечного слоя кишечника. В результате размножения
паразита внутри фасции образуются ряды схизонтов, располо-
женные по их длине. Иногда паразит разрушает мышцу на всем
ее протяжении от одного конца до другого. Мышечные волокна,
находящиеся вблизи от фронта продвижения инфекции, раздроб-
ляются и изменяются гистологически. Поражение мышечных тка-
ней проявляется у насекомых в ненормальном положении тела
(тело укорачивается, изгибается S-образно, атрофируются орга-
ны движения). При вскрытии больных насекомых пораженные
мышечные ткани по окраске не отличаются от нормальных, но
становятся ломкими и легко разрушаются.
Жировое тело. Клетки жирового тела чаще всего бывают оча-
гами инфекции микроспоридиями. В некоторых случаях инфекция
проникает из кишечника в каком-либо одном месте и отсюда
радиально распространяется по всему жировому телу. Потребле-
464
ние схизонтами питательных веществ из клеток жирового тела
приводит к тому, что содержащиеся в них капельки жира резор-
бируются (рассасываются), и такие клетки заметно отличаются
по своей лишенной жира плазме от нормальных. С нарастанием
количества схизонтов и спор паразита они заполняют всю массу
клетки, ядро постепенно дегенерирует, оболочка клетки раство-
ряется, и несколько соседних клеток соединяются в общую псев-
доцисту, оболочку которой образуют остатки клеточных стенок
пораженной клетки. При некоторых заболеваниях, вызываемых
микроспоридиями, вокруг пораженных тканей образуется пленка
из плоского эпителия, заполненного бурым зернистым пигмен-
том, просвечивающим через кожный покров (например, у личи-
нок мошек). Поражение микроспоридиями жирового тела внешне
проявляется относительно поздно побелением зараженных мест.
Утрата резервных веществ проявляется лишь в период окуклива-
ния, когда жиры и белковые вещества используются организмом
для превращения личинки в куколку. Больные личинки не могут
окуклиться, они живут еще несколько дней (14—18) после окукли-
вания всех здоровых особей, а затем погибают, или же окукли-
ваются, но у них образуется лишь часть куколочной кутикулы
на грудных сегментах, а сегменты брюшка остаются без измене-
ний, и такая несформировавшаяся куколка погибает в течение
месяца.
Поражение элементов крови. Микроспоридии для своего раз-
вития нуждаются в клеточном субстрате. Различные стадии ми-
кроспоридий появляются в гемолимфе после разрушения пора-
женных клеток жирового тела или клеток других органов. Наи-
более частыми очагами инфекции являются эноциты, крупные
элементы крови, расположенные на поверхностных частях кишеч-
ника и вокруг сердца. При некоторых болезнях, как, например,
при микроспоридиозах белянок, в гемолимфе появляются круп-
ные, похожие на эноциты клетки, в которых развивается паразит.
Лимфоциты систематически поглощают различные стадии микро-
споридий в гемолимфе, однако развитие паразита продолжается
внутри лимфоцитов до образования опор, так как эти клетки не-
способны убить микроспоридии.
Поражение семенников и яичников. Микроспоридии обычно
проникают в соединительные ткани, покрывающие гонады, и,
размножившись, внедряются внутрь гонад. Часто паразит заража-
ет только соединительные ткани яичников и не проникает в пу-
зырьки. Паразит повреждает яичники тем, что разрушает их стенки.
Иногда микроспоридии проникают в питающие клетки, при-
мыкающие к развивающимся в яичниках яйцам. Уничтожая пи-
тающие клетки, паразит тем самым губит яйцо. Третий тип зара-
жения свидетельствует о большой избирательной способности
микроспоридий к определенным стадиям развития яиц, в которые
паразит проникает, пока еще не образовался хорион, оседает в
форме схизонтов или спор на желточных шариках или на эпите-
30 Я Вейзер
465
лии яйцевого фолликула. Если же к тому времени, когда микро-
споридия попадает в яичники, уже образовался хорион, то
паразит не сможет проникнуть в яйцо. Поражение насекомых ми-
кроспоридиями всегда приводит к снижению числа откладывае-
мых ими яиц, так как размер яичников зависит от запаса пита-
тельных веществ перед окукливанием. В тех случаях, когда по-
ражается сам яичник, плодовитость снижается еще более. При
заражении микроспоридиями различных органов насекомого в
определенной последовательности яичники заражаются в послед-
нюю очередь. В связи с этим зараженные насекомые в первый
период болезни откладывают здоровые яйца, а затем появляются
сначала единичные, а затем в массе зараженные яйца, и наконец
откладка яиц прекращается; общее число отложенных яиц на-
много меньше нормального. Последние яйца, отложенные боль-
ными насекомыми,— мертвые. Фолликулы в зараженных яични-
ках чернеют и закупориваются.
Нервная система. При общем сильном заражении насекомых
микроспоридии проникают в их нервные ганглии и размножаются
как в покрывающей их оболочке, так и непосредственно в клетках
ганглий.
Защитные реакции насекомых против микроспоридий. При
изучении срезов органов насекомых, зараженных микроспориди-
ями, в подавляющем большинстве случаев отсутствуют скопления
лимфоцитов вокруг очажков инфекции. Общее количество лим-
фоцитов остается неизменным или постепенно несколько умень-
шается, но воспалительные реакции не возникают и количество
фагоцитных клеток не увеличивается. Фагоцитоз проявляется
прежде всего в период первичногр заражения, когда лимфоциты
снижают число схизонтов, проникших в органы тела насекомого
из кишечника. Затем наступает период, когда паразит разви-
вается в тканях, но очень редко встречается в лимфоцитах. Лишь
к концу развития болезни, когда лопаются пораженные клетки,
вновь начинается фагоцитоз, который, однако, неспособен пода-
вить или даже ограничить развитие болезни. Только в единич-
ных случаях можно обнаружить реакцию хозяина на внедрение
паразита. Один из таких случаев наблюдается при заражении
микроспоридией Nosema baetis Kudo поденки Ecdyonurus venosus
Fabr. Схизонты этого паразита выделяют в зараженную клетку
вещества, вызывающие ненормальный рост клетки, так что пос-
ледняя увеличивается в 3—6 раз и соответственно увеличивается
и ее ядро. Очевидно, эта реакция направлена на то, чтобы со-
хранить соотношение между количеством плазмы в абсорбирую-
щей поверхностью клетки. Такие гипертрофированные клетки
встречаются повсюду в жировом теле. Соседние здоровые клетки
не увеличиваются в размерах, не увеличивается также и коли-
чество лимфоцитов, поглощающих высвобождающиеся споры и схи-
зонты. При других микроспоридиозах насекомых схизонты также
накапливаются в клетках жирового тела, но гипертрофии клеток
466
не происходит. Заражение насекомых Nosema baetis вызывает
и другие реакции хозяина. В некоторые участки жирового тела
вместе с инфекцией проникают лимфоциты и поглощают схи-
зонты.
Лимфоциты окружают микроспоридии несколькими слоями,
образуя из них уплотненные шаровидные сгустки. Споры, нахо-
дящиеся внутри образовавшихся таким путем мегалоцитов, чер-
неют, деформируются и атретизируются. Все эти явления, в какой-
то мере эффективные в борьбе организма с болезнью, являются
исключениями из общего правила — отсутствия у насекомых за-
щитных реакций против микроспоридий. Исследователями не
обнаружено микроспоридиозов насекомых, которые были бы ликви-
дированы или преодолены защитными силами организма (фаго-
цитоз, атретизация и т. п.). Лимфоциты и другие элементы‘гемо-
лимфы не обладают свойствами, которые могли бы предотвра-
тить развитие вторгшихся в организм насекомого микроспоридий.
Несмотря на это, опыты термической дезинфекции хозяина пока-
зали, что такой метод приводит к непрерывному уничтожению
схизонтов лимфоцитами хозяина. Температурные оптимумы раз-
вития хозяина и микроспоридий не совпадают; для микроспори-
дий этот оптимум лежит около 20° С, в то время как насекомые
способны длительное время переносить температуру выше 30° С.
Содержание насекомых (при искусственном их разведении) в ус-
ловиях повышенных температур позволяет защитной системе на-
секомых получить перевес над медленно размножающимся пара-
зитом и уничтожить его. Следует, однако, сказать, что темпера-
туры, при которых возможна такая стерилизация насекомых от
вегетативных стадий паразита, не смертельны для спор микроспо-
ридий, поэтому полной стерилизации не происходит.
Синергическое влияние микроспоридий на развитие других бо-
лезней насекомых. Нередко насекомые, пораженные микроспори-
диями, заражаются также другими болезнями, которые развива-
ются независимо или в связи с поражением микроспоридиями.
Заражением в лабораторных условиях было получено комплекс-
ное заболевание непарного шелкопряда, вызванное Thelohania si-
milis W. и Nosema muscularis W. Изучение характера развития
комплексных и «чистых» заболеваний [341] показало, что гусени-
цы, зараженные N. muscularis, долго живут в последнем возра-
сте, тогда как заражение гусениц Т. similis приводит к острой
форме болезни. Смешанная инфекция этими двумя паразитами
протекала как острая форма болезни, вызванной Т. similis, т. е.
заражение другим паразитом не оказывало синергического дей-
ствия. Поражение разными видами микроспоридий разных тка7
ней тела одной особи встречается довольно часто, однако пора-
жение двумя видами паразитов одной и той же ткани — явление
очень редкое. При изучении Nosema lymantriae W. и Thelohania
similis [347] было установлено, что гусениц златогузки, обычно
невосприимчивых к N. lymantriae, можно заразить этой микро-
зо:
467
споридией, если скармливать им ее споры в смеси со спорами
Т. similis. Оба паразита совместно развиваются в жировом теле
гусениц, сохраняя присущие им форму и величину спор даже
при паразитировании в одной клетке.
Заражение особи, пораженной микроспоридиями, другими про-
стейшими усиливает действие инфекции и иногда сокращает пе-
риод развития болезни, как это наблюдалось при заражении Tri-
bolium confusum Duv. простейшими Nosema whitei W., Adelina
tribolii Bhatia и Farinocystis tribolii W.
В некоторых случаях заражение микроспоридиями делает не-
возможным заражение тех же особей возбудителями других про-
тозойных болезней насекомых. Примером может служить Nosema
stegomyiae М. S. S., заражение которой Anopheles gambiae Giles,
основного переносчика малярии в Африке, делает невозможным
заражение этого комара плазмодием малярии [76].
Микроспоридии провоцируют развитие в насекомых вирусных
болезней, находящихся в латентном состоянии. Сравнение про-
цессов развития микроспоридиоза гусениц кольчатого шелкопря-
да, скрыто зараженных и не зараженных вирусом полиэдроза,
показало, что заражение только микроспоридией (Т. hyphant-
riae W.) удлиняет период инкубации, но относительно ускоряет
течение болезни. Наоборот, заражение смешанной инфекцией (ми-
кроспоридия-1-вирус) ускоряет течение болезни на первом этапе
ее развития, однако после гибели гусениц, вызванной вирусом,
оставшиеся в живых живут значительно дольше, чем гусеницы,
пораженные только микроспоридией.
Синергическое действие микроспоридий на другие болезни про-
является прежде всего в сокращении инкубационного периода.
При отравлении насекомых контактными инсектицидами одновре-
менное их заражение микроспоридиями приводит к сокращению
периода паралича насекомых, о чем свидетельствуют многочис-
ленные опыты с ДДТ и Nosema otiorrhynchi W. на долгоносике
Otiorrhynchus ligustici L. [284, 285]. У жуков-долгоносиков, зара-
женных микроспородией, паралич, вызываемый ДДТ, наступает в
первый же день, а незараженные жуки парализуются лишь через
4 дня. Зараженные паразитом жуки утрачивают способность дви-
гаться и погибают через 9 дней после обработки инсектицидом,
а из незараженных жуков 10%' через 14 дней еще остаются па-
рализованными. При равных дозах инсектицида кривая смертно-
сти зараженных насекомых достигает точки LD50 на 3 дня рань-
ше, чем у не зараженных микроспоридией.
Круговорот микроспоридий в биоценозе. Планонты покидают
споры не позднее чем через 12 часов после попадания спор в ки-
шечник хозяина. В течение следующих 4 дней проходит этап
схизогонии, а в следующие 4—5 дней — стадия диплокарии и со-
зревание споробластов. Через 9 дней после заражения (а у мух
уже через 3—4 дня) в тканях зараженного насекомого можно
обнаружить первые зрелые споры паразита. Болезнь всегда раз-
468
Рис. 59. Ускорение процесса отравления
жуков Otiorrhynchus ligustici при пораже-
нии их Nosema otiorrhynchi:
КДо — наступление паралича у незаряженных
и К Др — у зараженных жуков после опыливания
их 5%-ным ДДТ. Мо — смертность незараженных
и Мр — зараженных жуков.
Дни 1 3 5 7 9 // 13
вивается несинхронно, и в любое время наряду с основной стади-
ей развития паразита в теле больной особи присутствуют другие,
более молодые стадии, отставшие в развитии. Вместе со спорами
находятся схизонты, способные к дальнейшему делению, как толь-
ко они окажутся на подходящих для дальнейшего развития
тканях.
Развитие болезни протекает по трем различным типам. При
введении в насекомых массы спор микроспоридий в ряде случаев
вместе с бактериями из ранее погибшей особи через стенку ки-
шечника в ограниченной зоне вблизи начала средней кишки про-
никает большое количество планонтов, кишечник в этом месте
повреждается, появляются небольшие ранки и через эти места
проникают бактерии, вызывающие септицемию. Гибель насеко-
мых от септицемии происходит в течение первых 5 дней и может
достигать 50%. В таких особях еще нельзя обнаружить созрев-
шие споры микроспоридий и трудно определить причину гибели
таких особей. Подобные случаи часто встречаются в природных
условиях, когда источником инфекции является корм насекомых,
загрязненный спорами микроспоридий.
При небольших дозах спор (200—300 на особь) и при их вве-
дении в насекомых без бактерий развивается микроспоридиоз, но
процент погибших насекомых будет зависеть от того, какие ткани
или органы насекомого повреждены паразитом. В этом случае
совместного с септицемией действия не будет. Мертвые особи
всегда содержат созревшие споры и органы, уничтожение кото-
рых явилось причиной гибели, бывают целиком заполнены спора-
ми паразита.
При заражении микроспоридиями болезнь протекает у насе-
комых не только в острой форме, а возможны и многочисленные
хронические заболевания, когда инфекция поражает органы, ко-
торые обычно регенерируют: эпителий кишечника, мальпигиевых
сосудов, прядильных и слюнных желез. Если скорости регенера-
ции и размножения микроспоридий уравновешиваются, болезнь
развивается медленно и долго, пока микроспоридии не размно-
жатся в тканях в таком количестве, которое способно погубить
469
Рис. 60. Кривые смертности гу-
сениц непарного шелкопряда, за-
раженных Thelohania similis (Т),
Nosema muscularis (N) и сме-
шанной инфекцией (TN).
хозяина. Тип развития болезни
изменяется также от стадии раз-
вития хозяина в момент его за-
ражения. Заражение насекомых
на более молодых стадиях обыч-
но приводит к острой форме бо-
лезни, а заражение в старших
возрастах вызывает хроническое
заболевание. Характер развития
болезни зависит также от дозы
инфекции и объема тканей хозя-
ина. Площадь эпителия кишечни-
ка, объем жирового тела и дру-
гих органов в теле личинок 1-го
и 2-го возраста относительно не-
велики, и даже небольшая доза
инфекции приводит к острой
форме болезни. Наоборот, те же
органы у личинок и гусениц в по-
следних возрастах намного больше, значительно выше у них и
коэффициент регенерации, поэтому болезнь у личинок последних
возрастов носит хронический характер.
В природных условиях встречаются как хронические, так и
острые формы микроспоридиозов насекомых. Лабораторными
опытами с искусственным заражением установлено, что микро-
споридии, вызывающие у одних видов насекомых быструю гибель,
у других видов хозяев вызывают лишь хроническое заболевание.
Такое явление наблюдается не только на разных видах насеко-
мых, но и применительно к разным штаммам и расам хозяев од-
ного вида. Таким образом, следует полагать, что в природе каж-
дый паразит имеет своего определенного хозяина, в котором он
вызывает острую форму болезни, а в других возможных хозяе-
вах—только хронические заболевания. Острые проявления бо-
лезни более заметны и поэтому чаще регистрируются.
Многократно наблюдалось, что ограничение подвижности и
снижение способности к защите у пораженных микроспоридиями
насекомых приводят к более активному нападению на них хищни-
ков, что искажает картину подлинного распространения болез-
ней, вызываемых микроспоридиями в природных популяциях
[342]. Этим в известной мере можно объяснить разницу в коли-
честве особей, пораженных острой и хронической формой болезни,
так как у последних нет внешних симптомов заболевания и они в
меньшей степени подвергаются нападению хищных насекомых.
Для иллюстрации приводим таблицу 12, в которой обобщены
ориентировочные данные, полученные в Чехословакии.
При хроническом заражении болезнь может перейти в острую
форму, если проявится усиливающий эффект неблагоприятных
для хозяина условий. В этом случае болезнь примет острую форму
470
Таблица 12
Микроспоридии Хозяин Распрост ранение. %
А. Острые инфекции с признаками повреждения
Thelohania opacita Addes spp. 1-7
Thelohania legeri Anopheles maculipennis 2—10
Thelohania varians Simulium spp. 2—5
Hyphantria cunea 0,5
Thelohania hyphantriae Malacosoma neustria 3-5
Euproctis chrysorrhoea 2-5
Thelohania similis Euproctis chrysorrhoea 1 —5
Nosema otiorrhynchi Otiorrh. ligustici 5—10
Б. Хронические заболеванця без симптомов
Nosema pyraustae Pyrausta nubilalis 30-40
Nosema carpocapsae Carpocapsa pomonella 30—40
Nosema mesnili1 Pieris brassicae 40-70
Nosema apis Apis mellifera 50-60
В. Острые инфекции при защите от хищников *
Nosema otiorrhynchi Otiorrh. ligustici 10-75
Nosema steinhausi Tyrophagus noxius 2-80
Thelohania hyphantriae Hyphantria cunea ad. 0,5—98
Thelohania opacita Acdes spp. 7—53
1 Данный случай не является бесспорным хроническим заболеванием; по-
стоянное проявление болезни вызвано систематическим заражением хозяев через
пищу и переносом инфекции энтомофагами.
2 Данные по’лучены в- опытах с защитой подопытных насекомых-хозяев от
паразитов и хищников путем их воспитания в сетчатых изоляторах.
и хищники также будут снижать численность больных особей
до 1—10%' (пчелы, стеблевой мотылек, плодожорка).
Наилучшим средством для распространения инфекции микро-
споридий в природе является вода, поэтому болезни, вызываемые
этими паразитами, особенно часты у водных насекомых.
Освобождающиеся из погибших особей в результате их раз-
ложения или прошедшие кишечник хищников споры микроспори-
дий становятся составной частью сестона и на дне водоемов по-
падают в своих хозяев, которые находят там пищу, т. е. в личи-
нок комаров, поденок, долгоножек, дергунов, звонцов и многих
других насекомых. Чем ниже уровень воды в водоеме, тем выше
процент зараженных особей, так как их контакты со спорами на
дне становятся более частыми. В верхние слои воды споры попа-
дают при взмучивании воды другими животными, во время дож-
дей или при весенней циркуляции вод.
Изучение степени распространения микроспоридиоза среди
личинок мошек в одном и том же небольшом ручье показало, что
в местах с небольшой скоростью течения зараженность личинок
возрастает более чем в 10 раз в сравнении с местами с быстрым
471
течением. Это объясняется тем, что в тихих местах споры задер-
живаются в воде и период контактирования с ними насекомых-
хозяев длительнее, нежели в местах с быстрым течением. Споры
«водных» микроспоридий имеют придатки, которые тормозят или
направляют их движение в потоке, а также способствуют тому,
чтобы споры, зацепившись, удержались в фильтрующем устройст-
ве насекомых, обитающих в воде. К таким микроспоридиям от-
носятся виды Trichoduboscqia, имеющие иглы на панспоробластах,
Caudospora с хвостовым придатком и слизистыми пластинками,
Baccilidium с удлиненными спорами, Mrdzekia с длинным хвосто-
вым придатком на удлиненных спорах. У других видов имеются
слизистый слой, «чехол» на поверхности панспоробластов илина
поверхности спор (Thelohania fibrata Strickl., Th. asterias W. йдр.).
В проточных водах инфекция распространяется с водой вниз по
течению. Из очага инфекция постоянно выносится водой, однако
неясно, как она восстанавливается в этих очагах, лежащих в вер-
ховьях Болезни, обнаруженные на каком-либо определенном
участке реки, можно обнаружить на том же хозяине на несколько
километров выше или ниже по течению. В верховья рек инфекция
попадает, по-видимому, с перелетающими зараженными насеко-
мыми, которые откладывают зараженные яйца, или же она пере-
носится в пищеварительном тракте различных животных, питаю-
щихся насекомыми: хищными насекомыми, рыбами, птицами.
Изучение местных эпизоотий в небольших речках показало,
что центр очага болезни в течение двух сезонов перемещался
примерно на 20—30 м, причем в прежнем центре сохранялось
достаточное количество инфекции в виде больных насекомых. Пе-
ремещение очагов инфекции происходит с различной скоростью в
зависимости от характера болезни. В стоячих водах микроспо-
ридии некоторых комаров, поденок и т. п. способны сохраняться
в жизнеспособном состоянии длительное время на дне высохше-
го водоема, а в некоторых случаях создается впечатление, что
такой сухой период обязателен для того, чтобы споры могли от-
крываться в теле нового хозяина (Thelohania opacita Kudo).
Иной замкнутой средой, которая во многом подобна водной
среде, являются колонии насекомых в природе, начиная от «го-
сударств насекомых», какими являются ульи пчел или муравей-
ники, и до деревьев, зараженных короедами, хранилищ продук-
тов, сильно зараженных вредителями или гнездовых биоценозов.
В таких сообществах насекомых, живущих на ограниченной пло-
щади, передача инфекции от погибших особей здоровым проис-
ходит главным образом через пищу, загрязненную спорами пара-
зита из мертвых насекомых или содержащимися в экскрементах
зараженных особей. В таких биоценозах переносчиками инфек-
ции могут быть также некоторые клещи, питающиеся трупами
насекомых, с экскрементами которых споры микроспоридий попа-
дают на корм здоровых насекомых. У блох обычна последова-
1 Несомненен занос летающими насекомыми. — Прим. ред.
472
тельная смена пищи, что очень способствует передаче инфекции.
Личинки блох питаются различной пищей, но преимущественно
экскрементами взрослых блох, с которыми в тело личинок попа-
дают и споры микроспоридий. Когда определенная часть популя-
ции достигает имагинальной стадии, инфекция, развившаяся в
личинках, переходит во взрослых блох, а затем вновь через их
экскременты попадает в личинок.
Микроспоридиозные болезни в популяциях листогрызущих
насекомых значительно менее локализованы, так как распростра-
нению инфекции способствует разлет взрослых особей. Степень
распространения болезни в популяции зависит от соотношения
числа больных и восприимчивых к болезни здоровых особей и
частоты их контактов. Поскольку возможность переноса инфек-
ции возрастает с увеличением числа контактов и ростом возмож-
ности взаимного заражения через корм, степень распространения
болезни в популяции того или иного вида изменяется в соответ-
ствии с изменением хода массового размножения этого вида на-
секомого. При массовом размножении популяции вредителя бо-
лезнь появляется перед достижением этой популяцией кульмина-
ционной точки, т. е. максимума размножения, затем в период это-
го максимума болезнь широко распространяется в популяции и
сопутствует спаду градации или вызывает его.
У насекомых, обитающих в почве, массы спор сконцентриро-
ваны в местах гибели больных особей и лишь постепенно мед-
ленно проникают в глубь почвы с просачивающейся водой или
наверх и в стороны в результате переноса в кишёчнике и экскре-
ментах организмов, разлагающих или пожирающих трупы насе-
комых (клещи, нематоды, насекомые). Обычно почвообитающие
насекомые погибают от болезни в том же месте, где они жили,
где для них было достаточно корма. После гибели такого насе-
комого в его пищу часто переселяется другая особь того же вида
и «наследует» инфекцию своего предшественника.
Неспособность спор микроспоридий к активному распростра-
нению приводит к тому, что большое количество их гибнет и рас-
пространение болезни происходит в основном сверху вниз, из бо-
лее высоких горизонтов (ярусов) растительного покрова в сред-
ние и наконец на почву. Инфекция на листьях деревьев с опадом
перемещается на почву, смывается дождем; солнце влияет на
нее губительно. Сохранению в природе некоторых возбудителей
микроспоридиозов насекомых способствует смена паразитом хо-
зяев, проходящих разные стадии развития в различные сезоны
года. Так, например, возбудитель микроспоридиоза американ-
ской белой бабочки Thelohania hyphantriae осенью остается толь-
ко в зимующих куколках этого вредителя, так как в природе
имеется лишь эта стадия, причем почти все пораженные куколки
зимой погибают и вместе с ними погибают и микроспоридии. Од-
нако сохранению инфекции хорошо способствуют гусеницы кольча-
того шелкопряда, очень часто заражающиеся одновременно полиэд-
473
розом и микроспоридиозом, вызываемым Th. hyphantriae. В тече-
ние весны гусеницы кольчатого шелкопряда способствуют сохра-
нению и распространению инфекции тем, что с экскрементами
загрязняют спорами микроспоридий листья сливы и яблони. На
этих листьях, в местах массового размножения часто перед зи-
мовкой питаются гусеницы златогузки и заражаются паразитом,
однако болезнь сильно развивается в них лишь весной, и в это
время инфекция передается гусеницам американской белой ба-
бочки и кольчатого шелкопряда. Таким путем инфекция сохра-
няется в активных стадиях насекомых в течение всего года и пе-
редается от популяции одного вида — популяции другого.
Наряду с этим имеются микроспоридии, сохраняющиеся и пе-
редаваемые через яйца насекомых, в которых паразит проходит
свой цикл развития, полностью приспособленный к циклу разви-
тия хозяина, что обеспечивает непрерывный перенос, распростра-
нение и сохранение паразита. Недостатки способа переноса
инфекции через яйцо компенсируются тем, что постоянное присут-
ствие во всех стадиях хозяина так тесно связанного с ним пара-
зита приводит к гибели хозяина и в тех стадиях, из которых рас-
пространение инфекции затруднено (яйцо), что в конечном итоге
резко снижает численность популяции.
Особым случаем является перенос инфекции посредством эн-
томофагов, паразитов. Примером может служить перенос микро-
споридий белянки ее паразитами.
Микроспоридия Nosema mesnili поражает капустную белянку,
а также репную белянку и боярышницу. Наряду с передачей этой
болезни через загрязненную спорами пищу инфекция переносит-
ся перепончатокрылыми паразитами при уколах загрязненными
яйцекладами во время откладки самками паразита яиц в тело
хозяина. Такими переносчиками являются наездники Apanteles
glomeratus L., Anilastus ebeninus Grav. и др. Гостунский уста-
новил, что самка наездника в период откладки яиц делает уколы
очень многим гусеницам белянок, но далеко не всегда при этом
откладывает яйцо в их тело. При этих уколах наездник перено-
сит споры микроспоридии, приставшие к поверхности яйцеклада
Рис. 61. Способы заражения гусениц капуст-
ной белянки микроспоридией Nosema mesnili.
На осях отложены показатели частоты пора-
жения отдельных органов гусеницы при пе-
реносе инфекции: яйцекладом наездника
Apanteles glomeratus (зачернено); с пищей
(редкая штриховка); комбинацией обоих спо-
собов (частая штриховка). Разные органы
обозначены сокращениями: Тг— матрица тра-
хей, SI— слюнные железы, St— кишечник,
М — мальпигиевые сосуды, Tt — жировое тело,
Sv — мышцы, И — гиподерма, N — нервы. Вся
окружность— 100%-ное заражение.
474
или попавшие в его канал после откладки яйца в предыдущее за-
раженное насекомое. Инфекция, переносимая уколами энтомофа-
гов, распределяется в органах хозяина иначе, чем инфекция, пере-
даваемая через пищу. Если в последнем случае кишечник явля-
ется основным местом развития микроспоридий, для инфекций,
переносимых яйцекладом энтомофагов, основными ее очагами слу-
жат гиподерма и жировое тело; кишечник заражается значитель-
но позднее или же вообще не заражается.
Микроспоридии патогенны также для разных стадий развития
наездника Apanteles glomeratus и других паразитов белянок и
боярышницы и поражают у них те же органы, что и у основных
хозяев, включая яичники. Поэтому в гусеницах белянок может
находиться зараженное микроспоридиями яйцо энтомофага, и вы-
шедшая из него больная личинка выделит в полость тела гусе-
ницы споры и схизонты микроспоридии и тем самым будет зара-
жать различные ткани тела хозяина. Таким путем энтомофаги
распространяют инфекцию в растительном покрове мест обитания
хозяина как в горизонтальном, так и вертикальном направлениях.
Подобный случай распространения инфекции впервые отметил
Мак-Кой [218], описавший циркуляцию микроспоридии Nosema
destructor St. с картофельной моли на других насекомых, имею-
щих общего с молью паразита Macrocentrus ancylivorus Roh, о
чем позднее сообщали Аллен [2, 4], а также Штейнхауз и Хьюгс
[295]. Заражение микроспоридией энтомофага естественно неже-
лательно, так как при искусственном разведении М. ancylivorus
при большой скученности наблюдались сильное развитие болезни
и массовая гибель паразитов.
Влияние микроспоридий на энтомофагов сказывается не толь-
ко в непосредственном поражении их тканей, приводящем к сни-
жению влияния энтомогафов на хозяина. Томсон [302—304], изучая
в Канаде паразитов Choristoneura fumiferana Clem., устано-
вил, что энтомофаги Apanteles fumiferanae Vier. и Glypta fumife-
ranae Vier. являются переносчиками микроспоридии Glugea fumi-
feranae Thoms. Однако у личинок обоих видов энтомофагов при
их развитии в больной гусенице кишечный мешок в такой мере
заполняется спорами микроспоридий, что в нем не остается места
для пищи, необходимой для создания резервных веществ к момен-
ту окукливания, и в связи с этим личинки обычно погибают, не
превратившись в куколок. По этой причине перед окукливанием
погибло 72%' личинок A. fumiferanae и 62% личинок G. fumife-
ranae.
Микроспоридии связаны с определенными биоценозами и био-
топами. Они встречаются в местах распространения видов насе-
комых, питающихся одной и той же пищей, что создает сходные
условия в их пищеварительном тракте, которые воздействуют на
процесс вскрытия спор. О инфекционности таких микроспоридий
для насекомых, входящих в тот же биоценоз, но не имеющих кон-
тактов с инфекцией, почти ничего неизвестно.
475
Искусственное размножение микроспоридий на их хозяевах и
хранение такого инфекционного материала стали практиковать
лишь в последние годы. Известны методы культивирования и хра-
нения Nosema bombycis Naeg., N. apis Zander, а также Plisto-
phora schubergi [364]. В лаборатории автора ежегодным пассиро-
ванием в течение нескольких лет поддерживаются культуры The-
lohania hyphantriae, Th. similis, Nosema lymantriae, N. muscula-
ris, N. pieris, N. whitei, N. lotmaris и некоторых других видов ми-
кроспоридий.
Микроспоридии как вредные и полезные организмы. Микро-
споридии приносят вред или пользу, в зависимости от того, на
каком хозяине они развиваются. Вредные микроспоридии — те,
которые паразитируют на полезных насекомых, таких, как пчела,
тутовый шелкопряд, дубовый и другие полезные шелкопряды. Од-
нако этим вредное значение микроспоридий не исчерпывается.
Каи ранее указывалось, они снижают численность паразитических
перепончатокрылых насекомых, причем в значительно большей
степени, чем это принято считать, снижают также численность
насекомых-опылителей (шмели и др.). Микроспоридии иногда соз-
дают большие трудности при массовом искусственном разведении
насекомых, осуществляемом для самых различных целей. Особо
нежелательно наличие микроспоридий в полезных насекомых, за-
возимых из одной страны в другую с целью их использования
для биологической защиты растений. Так, например, при интро-
дукции в Австралию фитофага Cactoblastis cactorum Berg, для
борьбы с сильно размножившейся, как сорняк, опунцией, успех
всей операции был бы весьма сомнительным, если бы не удалось
полностью очистить размножаемого фитофага от появившихся в
нем микроспоридий.
Наоборот, поражение микроспоридиями вредных насекомых
всегда желательно, так как они снижают численность популяций
вредителей, способствуя поддержанию численности на уровне ни-
же экономически опасного, делают насекомых более восприим-
чивыми к действию инсектицидов и часто. избавляют от необхо-
димости их применения.
Микроспоридии—возбудители болезней насекомых, непатогенны
и нетоксичны для человека, и поэтому их случайное потребление
(например, с частями растений, употребляемыми в пищу в сыром
виде) не представляет опасности. .
Меры борьбы с микроспоридиями при искусственном разведе-
нии насекомых. Насекомые при их искусственном разведении по
сути дела находятся постоянно в состоянии, соответствующем
максимуму градации, и таким образом создаются условия для
высокой восприимчивости разводимых насекомых к микроспори-
диозам. В борьбе с инфекциями, проникшими в инсектарии или
иные помещения, где разводят насекомых, следует применять весь
комплекс мероприятий: химическую и физическую дезинфекцию,
профилактику и хемотерапию. Для химической дезинфекции наи-
476
более эффективны формалин и уксусная кислота. Перед тем как
провести химическую дезинфекцию, все оборудование и инвен-
тарь червоводен или инсектария необходимо очистить от экскре-
ментов и паутины гусениц, промыть в горячей воде и еще влаж-
ными покрыть непроницаемой пленкой или поместить в герметиче-
скую камеру (ящик) и обработать парами формалина или уксусной
кислоты. Для получения паров этих веществ используют водя-
ную баню или нагретые кирпичи, на которые в керамическом со-
суде помещают используемую дезинфекционную жидкость. В па-
рах формалина или уксусной кислоты дезинфицируемые предме-
ты оставляют на 24 часа.
Из других химических веществ для дезинфекции можно ис-
пользовать фенол, хлорную известь, соду или едкий натрий, од-
нако эти вещества менее удобны в работе.
Для физической дезинфекции используют высокую температу-
ру. Для обеззараживания небольших предметов пригоден авток-
лав, где стерилизация достигается при 1,5 атм. в течение 15—
30 минут, или же сушильный шкаф, где обеззараживаемые пред-
меты выдерживают 30—50 минут при 160° С. Повышенные тем-
пературы используют также для стерилизации хозяев от содер-
жащихся внутри них микроспоридий. Лотмар [210] наблюдала,
что пчелы избавляются от заболевания нозематозом, если их вы-
держать в течение 10 дней при температуре 37° С. Аллен и Бран-
сон [3] для очистки лабораторных партий Macrocentrus ancylivo-
rus Roh. от Nosema destructor St. погружали яйца картофельной
моли на 20 минут в воду, нагретую до 47° С, и этим ликвидиро-
вали заболевание у 75—90% особей.
Термодезинфекция является старым приемом, применяемым в
шелководстве. Поярков [276] указывает, что нагревание куколок
до 32—34° С достаточно для того, чтобы вышедшие из них самки
откладывали здоровые яйца. Рекомендуется содержать куколок
16 часов ежедневно при температуре 34° С, а остальные 8 часов при
21° С. Соблюдая этот режим весь куколочный период (минимум
12 дней), можно значительно снизить число зараженных яиц в
грене, отложенной самками, вышедшими из таких куколок.
(В опыте число зараженных яиц снизилось с 67%' до 2%).
Ованесян и Лобжанидзе [252, 253[ применяли для обеззаражи-
вания грены шелкопряда от пебрины горячую воду по методу,
рекомендованному Астауровым. Грена в газовой или иной сетке
погружалась на 90—150 минут в воду, нагретую до 46° С, илина
50—70 минут в воду при 48° С, или же на 4 минуты при 52° С.
Следует указать, что чем выше температура воды, тем труднее
сохранить точную экспозицию. Изучение действия этих темпера-
тур на споры паразита показало, что они неспособны уничтожить
все споры. Аллен считает, что достигаемый эффект объясняется
не только повреждением микроспоридий повышенной температу-
рой, но и одновременной активацией хозяина. Астауров объясня-
ет полученные результаты повреждением микроспоридий высокой
477
температурой. Следует, однако, указать, что термодезинфекция
не только не обеспечивает абсолютного обеззараживания мате-
риала, но даже при тщательном выполнении этой операции ее
эффективность не всегда бывает одинаковой.
При массовом разведении тутового шелкопряда или иных на-
секомых эффективность обеззараживания, равная 97%, не мо-
жет быть признана удовлетворительной, так как остающиеся 3%
больных особей способны за короткий срок заразить остальных.
Как установила Беднякова [18, 19], даже при высоких темпе-
ратурах, применяемых для дезинфекции, остается некоторая часть
спор паразита, которые обеспечивают дальнейшее развитие бо-
лезни. Поэтому термодезинфекцию живых насекомых следует
признать приемлемой лишь в особых случаях, например при ра-
боте с генетически интересным материалом, но не для промыш-
ленных разводок шелковичного червя.
Изучение Nosema otiorrhynchi, N. stegoniyiae, N. mesnili по-
казало, каким образом происходит трансовариальная передача
инфекции. Яичники самок заражаются паразитом лишь после по-
ражения большинства остальных тканей тела, причем в яичниках
заражаются только те яйца, которые еще не окружены хорионом.
Внутри яйца схизонты и споры расположены в клетках фоллику-
ла или в желточных шариках. При образовании в развивающем-
ся яйце пищеварительного тракта будущей личинки или гусе-
ницы схизонты и споры переходят в его полость и позднее с пер-
выми экскрементами выделяются наружу, в связи с чем личинка
(или гусеница) обычно освобождается от инфекции. В тех случа-
ях, когда споры связаны с тканью, они остаются в ней и при
дальнейшем эмбриональном развитии. Там, где наряду со спора-
ми имеются и схизонты, болезнь продолжает развиваться, и ин-
фекция проникает в другие органы. Действие повышенной тем-
пературы прежде всего вызывает ускоренное образование спор, а
остающиеся вегетативные стадии паразита при этом погибают.
Тем самым болезнь стабилизируется, ее дальнейшее развитие
прекращается. В тех случаях, когда стабилизация болезни проис-
ходит раньше, чем инфекция проникнет в яичники, ее развитие
останавливается на стадии спор, расположенных в пораженных
органах.
Целлюлярный гренаж, который был рекомендован Пастером
[265] как путь к оздоровлению шелководства, является надежным
профилактическим мероприятием против всех подобных микроспо-
ридий. Сущность этого метода заключается в том, что при полу-
чении грены каждую самку перед откладкой ею яиц изолируют и
после откладки яиц растирают и анализируют под микроско-
пом на наличие спор паразита. Для дальнейшего разведения ис-
пользуется только грена от здоровых самок. Самки тутового шел-
копряда очень малоподвижны, и для их изоляции применяют бу-
мажные коробочки высотой всего 2 см, выложенные изнутри
фильтровальной бумагой. Более подвижных самку и самца дубо-
478
вого шелкопряда помещают в бумажные кульки шириной 15 см,
из которых при закрытии верхнего клапана образуется тетраэдр,
где насекомые имеют достаточно места для копуляции и отклад-
ки яиц. Такие кульки-тетраэдры подвешивают с помощью
обычных бельевых прищепок на шнуры, протянутые в помеще-
нии.
Хемотерапия микроспоридиозных болезней насекомых распо-
лагает лишь малоэффективными средствами. Применявшиеся ра-
нее вещества, такие, как салициловая и муравьиная кислота,
марганцевокислый калий, бетанафтол, перекись водорода и дру-
гие, обладают очень незначительным порогом безопасности, эф-
фективные против микроспоридий дозы вредны для насекомых, а
более низкие, безопасные для насекомых, дозы неэффективны
против паразита. Такие вещества, как хинозол, ятрен, трипафла-
вин, риванол, паренхиматол или акаприн, являющиеся эффек-
тивными хемотерапевтическими средствами против других прото-
зойных болезней позвоночных животных, имеют более высокий
порог безопасности, но их действие па паразитов в тканях насе-
комых проявляется непостоянно, так как они неравномерно про-
никают в разные части тела насекомого. Появление новых пре-
паратов ноземацида и нозелида, предназначенных для борьбы
с нозематозом пчел, не внесло существенного изменения в хемо-
терапию микроспоридиозов насекомых.
Использование сульфонамида, сульфогуанидина и сульфотио-
зола предотвращает только совместное заражение микроспориди-
ями и бактериями, вызывающими септицемию. При лечении но-
зематоза пчел определенный успех был получен от препарата
фумагиллин (фумидил В). Это антибиотик, продуцируемый культу-
рой гриба Aspergillus fumigatus, который Кацнельсон и Джем-
сон с успехом испытывали против нозематоза пчел. Бейли [7, 9]
установил, что этот препарат действует лишь в просвете кишеч-
ника, где он препятствует переходу схизонтов в новые клетки, и
споры паразита выходят через кишечник наружу. В результате
происходит постепенное снижение количества паразита на разных
стадиях развития в теле пчелы, и в конечном итоге ее пищевари-
тельный тракт очищается от паразита, а пораженные клетки по-
степенно возмещаются новыми в ходе регенерации. Лечение фу-
магиллином, даваемым пчелам в течение 4—5 недель с сиропом
(1 мг фумагиллина в 100 г сиропа), эффективно против Nosema
apis, паразита, который проникает в новые клетки не из сосед-
них зараженных клеток, а непосредственно из полости кишечни-
ка. При заболеваниях, вызываемых Plistophora schubergi, или
Nosema stegomyiae, когда инфекция присутствует во многих тка-
нях или же в кишечнике, по проникает в новые клетки из сосед-
ней зараженной ранее клетки, лечение этим препаратом не дает
хороших результатов [76].
Гонтарский и Вагнер [92] опубликовали результаты работы с
другим веществом (2-этил-меркуромеркаптобензоат натрия), по-
479
ступившим в продажу под названием «ноземак». Этот препарат, по
литературным данным, так же эффективен, как и фумидил В.
В борьбе с пебриной (микроспоридиозом) тутового шелкопря-
да вместо химических препаратов применяется описанный ранее
метод получения здоровой грены. Значительно сложнее борьба с
микроспоридиозом пчел, хотя это заболевание для них и менее
опасно. В настоящее время в пчеловодстве обычно не применяют
хемотерапевтические препараты для защиты пчел от нозематоза,
уделяя больше внимания заботе о создании сильных семей, в ко-
торых весенняя вспышка болезни компенсируется быстрым раз-
витием многочисленного потомства.
Использование микроспоридий в природных условиях. Микро-
споридии являются одним из действенных факторов, регулирую-
щих численность вредителей. Ярко выраженный очаговый харак-
тер этих инфекций делает целесообразным их использование пу-
тем интродукции в те части ареала вредителей, где эти паразиты
отсутствуют, а также для локальной защиты от нарастающего
размножения вредителей. Для этого необходимо разработать ме-
тодику выявления возбудителей болезней, их размножения и при-
менения. После первых опытов Кудо и Гетерингтона [157], зара-
жавших гусениц американской белой бабочки спорами Nosema
bombycis, Цвельфер [364], применяя споры Plistophora schubergi
для заражения разных видов насекомых, получил положитель-
ные результаты. Холл [102] использовал Nosema infesta против
Crambus bonifatellus Hulst. Он размножал микроспоридий в ла-
боратории на гусеницах картофельной моли и на гусеницах
Junonia coenia НйЬ., успешно заражая этих «заменителей» основ-
ного хозяина, и полученные на них споры применял для лабора-
торных и полевых опытов. В первый год при внесении на 1 м2
газона 5—14 млн. спор (в виде суспензии) был получен положи-
тельный результат. На следующий год Вейзер повторил подобные
опыты, но хорошего результата не получил. Размножение пара-
зита на гусеницах картофельной моли в этот год также было ма-
лоуспешным, выход спор был очень невелик. Холл считает, yito
размножение паразита на неподходящем лабораторном хозяине
могло отрицательно повлиять на инфекционность спор микроспо-
ридии, а многократные пассажи возбудителя через неподходяще-
го хозяина могут снизить вирулентность паразита по отношению
к исходному, основному хозяину.
Для размножения паразита исходный материал следует брать
из популяций в той же или иной области. Из массовой популя-
ции вредителя отбирают гусениц (личинок) последних возрастов
и докармливают в лаборатории в изоляторах, куда их помещают
вместе в возможно большем количестве, что создает благоприят-
ные условия для более интенсивного развития болезни, если вна-
чале были заражены лишь единичные особи. Всех погибших гу-
сениц необходимо вскрыть и проверить на наличие микроспори-
дий, поражающих вредителя в данной области. Микроспоридий,
480
обнаруженных во вскрытых особях, извлекают вместе с поражен-
ными ими органами и помещают в пробирку с избытком воды,
сохраняемую в холодильнике при 4° С. Затем микроспоридий на-
носят на небольшой лист и скармливают его молодым гусеницам
того же хозяина с таким расчетом, чтобы был съеден весь обрабо-
танный лист.
Через 10 дней нужно вскрыть некоторых из инфицированных
гусениц и проверить на присутствие микроспоридий в тех органах,
в которых они были обнаружены у исходного материала. Если
будет установлено, что гусеницы заражены паразитом, их исполь-
зуют для заражения других, здоровых гусениц, собирая для этой
цели только погибших и оставляя живых развиваться. Микроспо-
ридий сохраняют в отпрепарированных пораженных органах или в
центрифугате декантированной суспензии из мертвых гусениц при
избытке воды, не допуская замерзания материала в холодильнике.
Для поливольтинных видов такой инфекционный материал мо-
жет быть использован в том же сезоне, а для моновольтинных
его необходимо хранить в холодильнике до следующего сезона.
Если имеется лишь небольшое количество инфекционного ма-
териала, его расходуют для заражения здоровых особей с по-
мощью стерильной петли. Предварительно материал гомогенизи-
руют в воде между двумя предметными стеклами, добавляют не-
сколько капель воды, берут петлей капельку жидкости и наносят
на челюсти заражаемого насекомого, придерживая его кусочком
картона или пинцетом. Иногда целесообразно, сдавливая насеко-
мое, вызвать у него попытку укусить петлю, в этом случае ин-
фекция попадает сразу в ротовую полость насекомого. Обрабо-
танных таким образом насекомых помещают на фильтровальную
бумагу и, после того как высохнет нанесенная жидкость, пере-
носят их в чашки Петри диаметром 15—20 см для дальнейшего
воспитания. Одновременно следует заражать партию из 30—50
насекомых. Для обеспечения зараженных насекомых свежим кор-
мом несколько листьев или верхушки побегов нужно слегка смо-
чить водой, черешки или нижнюю часть побега обернуть ватой и
положить в чашку Петри. В таком виде они остаются свежими
в течение нескольких дней, регулируют влажность воздуха в
чашке и охотно поедаются гусеницами. Листья или побеги за-
меняют свежими раз в несколько дней, по мере их поедания.
Развитие болезни в насекомых контролируют путем вскрытия
некоторых особей через 7, 9, 12, 15 и более дней, в зависимости
от содержимого погибших особей.
При наличии значительных количеств инфекционного матери-
ала его следует хранить расфасованным в посуду небольшой ем-
кости. Промывкой исходного материала в воде с последующей
декантацией можно получить очень чистую споровую суспензию,
хорошо сохраняющуюся длительное время.
Для получения больших количеств спор микроспоридий для
воспитания зараженных насекомых используют большие кристал-
31 Я. Вейзер
481
лизаторы, банки или другую посуду. Заражают гусениц 1—2-го
возраста, скармливая им листья или другие части кормового ра-
стения, смоченные в водной суспензии спор возбудителя или оп-
рыснутые суспензией. Очень хороший результат дает опрыскива-
ние гусениц, помещенных в банку, водной суспензией спор микро-
споридий из пульверизатора. Мокрых гусениц вытряхивают из
банки на фильтровальную бумагу, затем гусениц, переползших на
сухое место, собирают и переносят в кристаллизатор или другую
посуду. Нецелесообразно в течение зимы хранить большие коли-
чества спор микроспоридий, так как относительно большой про-
цент их погибает. Необходимо, чтобы в лаборатории всегда бы-
ли искусственно разведенные насекомые-хозяева, на которых
можно было бы размножить микроспоридий за несколько недель
до начала развития в природе, с тем чтобы работу в начале се-
зона можно было проводить со свежим материалом.
В тех случаях, когда для искусственного заражения исполь-
зуется суспензия из тел насекомых, не следует вводить в нее
эмульгаторы, так как их запах на растениях отпугивает насеко-
мых. Для опрыскивания растений пригодны любые опрыскивате-
ли. Применяемая суспензия должна содержать от 5000 до 200 000
спор паразита в 1 мл, в зависимости от вида микроспоридии, хо-
зяина и способа применения суспензии. Суспензией спор можно
проводить сплошную обработку растительности, опрыскивать от-
дельные гнезда вредителей, колонии гусениц или других стадий
вредителей на растениях или же проводить «заградительные»
опрыскивания, обрабатывая листья или части деревьев на пути
движения вредителей.
Ленточная или гнездовая обработка позволяет экономнее рас-
ходовать биопрепарат, и вместе с тем вредители, двигаясь по ра-
стению, не могут избежать контакта со спорами микроспоридий.
При работе с возбудителями болезней, выделяемыми с экскре-
ментами или передаваемыми потомству трансовариально, зара-
жение популяции в природе достигается путем выпуска в нее осо-
бей, зараженных в лаборатории, которые, контактируя с особями
популяции, внесут в нее инфекцию, способную вызвать эпизоотию.
До настоящего времени в полевых условиях пытались исполь-
зовать лишь несколько видов микроспоридий. Учитывая, что при-
готовление инфекционного материала очень сложный и трудоемкий
процесс, наиболее целесообразным методом его использо-
вания является интродукция в незараженные популяции вредите-
лей с целью создания локальных очагов болезни, которая какое-
то время будет сохраняться в них или же даже распространится
из них в соседние местности.
Исследования показали, что от микроспоридиозов погибает
около 80% зараженных особей, 10—16%’ особей окукливается и
гибнет в фазе куколки, а остальные 4—10%' достигают имаги-
нальной стадии. В полевых опытах пока не удалось обнаружить
возбудителя микроспоридиоза, который был бы способен само-
482
стоятельно распространяться из мест его внесения. Не удавалось
создать и постоянные очаги инфекции.
В результате применения в природных условиях Thelohania
hyphantriae через 14 дней погибало 25%' гусениц 3-го возраста
американской белой бабочки, а через месяц погибали все гусе-
ницы в обработанном гнезде. Все гусеницы из одной зараженной
колонии съедали в среднем лишь по 8 листьев, в то время как
гусеницы из контрольных гнезд уничтожали в среднем по 27 ли-
стьев, а затем расползались по кроне дерева. После опрыскива-
ния деревьев шелковицы суспензией Т. hyphantriae инфекция об-
наруживалась в том же году и у особей второго поколения вре-
дителя. Только что отродившиеся гусеницы златогузки, опрысну-
тые суспензией микроспоридий в октябре, сохранили инфекцию,
в течение зимовки, и через 6 месяцев после заражения, когда на-
чалось активное развитие гусениц, произошла вспышка болез-
ни, от которой большинство гусениц погибло через 14 дней, а че-
рез 43 дня погибли и все остальные. В одном из опытов, где на
подопытных деревьях было обработано суспензией микроспоридий
25 гнезд с гусеницами златогузки, а 14 гнезд остались необрабо-
танными, так как оказались недоступными, самками впослед-
ствие вышедшими из выживших во всех этих гнездах особей бы-
ло отложено 14 кладок яиц, а самки златогузки из 38 необрабо-
танных (контрольных) гнезд отложили 54 кладки яиц [341, 342].
Положительные результаты были получены также от примене-
ния Nosema lymantriae, N. muscularis и N. serbica. Чугунин при-
менял в Крыму против непарного шелкопряда авиаопрыскива-
ние суспензией, содержащей смесь бактерий и микроспоридий
Nosema serbica, и добивался 75%-ной смертности гусениц.
Систематика микроспоридий. Для распознавания видов ми-
кроспоридий используют морфологические признаки паразитов,
их локализацию в различных органах хозяина, инфекционность
для определенного вида насекомых и распространенность в дан-
ном биотопе [350]. Помимо того, имеются и другие отличительные
признаки, которые могут быть использованы для определения
микроспоридий и обоснования самостоятельности вновь описыва-
емых видов, однако трудность заключается в том, что во многих
прежних описаниях видов указаны только основные признаки, а
типовой материал в большинстве случаев не сохранился, что ли-
шает возможности сравнить новые открытия с ранее установлен-
ными видами как по описаниям, так и по натуральному типово-
му материалу.
Наиболее важна для систематики микроспоридий стадия спо-
ры. Величина споры, соотношение ее длины к ширине, форма,
окрашиваемость, деформация при фиксации, постоянность изме-
нений (артефактов) вызываемых фиксаций и длина стрекательной
нити — вот те признаки, которые используют для опознавания ро-
дов и видов микроспоридий. Дополнительными признаками слу-
жат величина и форма панспоробластов, количество в них спор.
31
483
расположение спор по отношению друг к другу, наличие слизи-
стых оболочек (чехликов). Встречающиеся аномалии, макроспо-
ры или тератоспоры, часто бывают характерными видовыми при-
знаками.
Вегетативные стадии развития микроспоридий характеризуют-
ся рядом признаков, которые также могут быть использованы в
систематике, в особенности такие, как количество и форма ядер,
расположение хроматина, размер и форма схизонтов, число и мор-
фология различных стадий развития (диплокария и т. п.). За-
труднения в этих случаях заключаются в том, что в более старых
литературных источниках обычно отсутствуют детальные данные,
касающиеся этих аспектов, или же отсутствуют данные, полу-
ченные в результате исследований, проведенных сопоставимыми
методиками. Так, например, нельзя сопоставлять данные, полу-
ченные при исследовании сухих мазков, окрашенных по Гимза, с
данными, полученными при изучении срезов или мазков из мате-
риала, фиксированного в жидкости, и по различиям в деталях
структур судить о таксономической принадлежности исследуемо-
го организма.
Локализация паразита в тех или иных органах хозяина слу-
жит важным отличительным признаком. Так, например, большое
количество видов микроспоридий является специализированными
паразитами жирового тела насекомых. Виды микроспоридий, по-
ражающие многие ткани, проникают в них определенным образом.
При переносе микроспоридий с больного на здорового хозяина
они проникают в те же самые свойственные для них органы. Ви-
ды, способные развиваться в нескольких типах тканей, поража-
ют их в новом хозяине в той же определенной последовательно-
сти; при этом развитие паразита может усиливаться или ослаб-
ляться. Для того чтобы установить, какие органы хозяина поража-
ются паразитом, необходимо искусственное заражение.
Для некоторых видов микроспоридий, у которых мало выра-
женных морфологических признаков, в систематике используют
восприимчивость или устойчивость к ним определенных видов хо-
зяев. В настоящее время правило «новый хозяин — новый пара-
зит» не признается. При определении вида возбудителя микро-
споридиоза насекомых всегда необходимо сравнивать исследуемый
организм со всеми Известными возбудителями, поражающи-
ми в том же биотопе аналогичные органы того же или родствен-
ного хозяина, если эти возбудители имеют одинаковые по величи-
не споры.
Методы перекрестных заражений и искусственное заражение
в лабораторных условиях вообще применяли только для парази-
тов, выделенных из видов насекомых, которых можно разводить
в лаборатории. В литературе отсутствуют данные подобного ро-
да, относящиеся к давно описанным видам микроспоридий. До-
казательством успеха заражения служит гистологический анализ,
при котором установлено наличие спор паразита в тканях зара-
484
женного хозяина. Наоборот, обнаружение спор в мазках из тела
хозяина далеко не всегда доказывает заражение последнего дан-
ным паразитом, так как эти споры могли попасть в мазок из не-
переваренного содержимого кишечника анализируемого насекомо-
го. Лишь в тех случаях, когда количество обнаруженных в маз-
ках спор во много раз превосходит количество спор, скормлен-
ных насекомому, споры в мазках могут служить доказательством
того, что искусственное заражение было успешным. Совершенно
необходимо, чтобы при перекрестном искусственном заражении
одновременно проводилось тем же методом в тех же условиях и
на тех же стадиях развития заражение исходного хозяина, слу-
жащего контролем.
Несмотря на наличие достаточных данных, вряд ли целесооб-
разно и своевременно составление определителя видов микроспо-
ридий.
Это объясняется, с одной стороны, постоянно возрастающим
числом описаний новых видов и с другой-—подобный опре-
делитель был бы полезен лишь ограниченному кругу системати-
ков-протозоологов, но не начинающим специалистам. Исходя из
этого, мы считаем более полезным дать ключ для определения
родов микроспоридий, а характеристику видов этих паразитов
привести в таблицах по различным группам насекомых-хозяев.
Ключ для определения родов микроспоридий
1 (22) Споры яйцевидные до шарообразных, их длина превосхо-
дит ширину менее чем в 3 раза . . Noscinatidae Labbe.
2 (5) Споры яйцевидные, с поверхностными структурами и при-
датками.
3 (4) Споры с длинным саблевидным придатком и слизистым
окаймлением с боков ... Caudospora Weiser.
4 (3) Споры с асимметричной поверхностной структурой
..................................Weiseria Doby et Saguez.
5 (2) Споры без поверхностных структур и без придатков.
6 (9) Споры одиночные или в скоплениях с непостоянным ко-
личеством спор в группе.
7 (8) Созревшие споры расположены поодиночке, на срезах от-
сутствуют многоядерные споронты ... Nosema Naegeli.
8 (7) Споры в разных количествах собраны в группы, образу-
ются из многоядерных плазмодиев с различным количе-
ством ядер...............................Plistophora Gurley.
9 (6) Споры в панспоробластах, в группах по 2, 4, 8, 16 или 32
штуки, споронты с таким же количеством ядер.
10(11) Споронты и панспоробласты с 2, 4, 8, 16 или 32 ядрами
или спорами встречаются одновременно. Также часты
панспоробласты с 4, 8 и 16 ядрами. Из многоядерных
плазмодиев образуются мелкие споры ... Stempellia L6-
ger et Hesse.
485
11(10) 80—90%' панспоробластов с одинаковым количеством
спор.
12 (15) Панспоробласты содержат по две споры.
13 (14) Обе споры прилегают друг к другу, но при надавливании
разделяются. В хозяине имеются цисты ... Glugea The-
lohan.
14 (13) Обе споры, заключенные в общую оболочку, представля-
ют единое общее яйцевидное образование ... Telotnyxa
L6ger et Hesse.
15 (12) В панспоробласте более 2 спор.
16(17) Панспоробласты с 4 спорами— . . Gurleya Doflein.
17 (16) Панспоробласты с 8 или 16 спорами.
18(19) Панспоробласты с 8 спорами ... Thelohania Henneguy.
19 (18) Панспоробласты с 16 спорами.
20 (21) Панспоробласты имеют на поверхности 4 длинные иглы
.........................'. Trichoduboscqia Lfeger.
21 (20) Панспоробласты без придатков.... Duboscqia Рёгёг.
22 (1) Споры по длине превосходят ширину более чем в 3 раза.
23 (26) Споры палочковидные, прямые, с заметным внутри плот-
ным манубрием, с двумя удлиненными ядрами . . (Мга-
zekidae Lfeger et Hesse).
24 (25) Споры с хвостовым придатком . . Mrazekia L£ger et
Hesse.
25 (24) Споры палочковидные, без хвостового придатка ... Bacil-
lidium Janda.
26 (23) Споры палочковидные, булавовидные, удлиненнояйцевид-
ные и изогнутые, без манубрия внутри, с шаровидными
ядрами ....... Cougourdellidae Poisson.
27 (32) Споры прямые или слегка изогнутые.
28 (29) Споры палочковидные, одинаковой ширины по всей длине
..............................................Octosporea Flu.
29 (28) Споры расширены на одном конце.
30(31) Споры расширены шаровидно или бутылковидно ... Сои-
gourdella Hesse.
31 (30) Споры клиновидные, с длинным вытянутым заостренным
концом ......................................Pyrotheca Hesse.
32 (27) Споры заметно изогнутые.
33 (34) Споры изогнуты S-образно ... Spiroglugea Leger et
Hesse.
34 (33) Споры дуговидно изогнутые ... Toxoglugea Lfeger et
Hesse.
МИКРОСПОРИДИОЗЕ! РАЗЛИЧНЫХ ГРУПП НАСЕКОМЫХ
Болезни, вызываемые микроспоридиями, встречаются у насе-
комых всех таксономических групп, однако среди сосущих расти-
тельноядных и хищных насекомых они отмечены в единичных слу-
чаях, а у насекомых, живущих в загрязненной среде, эти болезни
распространены очень широко. Распространение микроспоридиоз-
486
пых болезней и количество известных возбудителей зависят так-
же от тщательности микроскопических исследований и внимания,
уделяемого энтомологами и энтомопатологами тому или иному
виду или группе видов насекомых. Примером могут служить Ар-
terygota, о микроспоридиозах которых имеются лишь два сообще-
ния. Пфейффер [269] обнаружил в гонадах Podura aquatica L. и
Sminthurus sp. споры от яйцевидной до веретеновидной формы, с
продольным швом и пуговицеобразным образованием на полюсе.
Учитывая, что споры имели длину 16 мк и ширину 7 мк, вопрос о
их принадлежности микроспоридиям остается спорным. В Каль-
кутте Сенгупта обнаружил в Ctenolepisma longicauda Esch, ми-
кроспоридию, которая поражала кишечный эпителий и споры вы-
делялись наружу с экскрементами. В исследованной указанным
автором местности паразитом было заражено почти 100% этих
насекомых.
Микроспоридиозы поденок. Личинки поденок, обитающие в во-
де, имеют постоянный контакт с продуктами распада, и поэтому
на них паразитирует относительно большое число видов микро-
споридий. Из 16 известных в настоящее время видов микроспори-
дий, паразитирующих на поденках, 12 видов поражают жировое
тело личинок, три вида — кишечник хозяина. N. ephemerae Lutz
et Splendore и N. schneideri L£ger et Hesse поражают кишечный
эпителий, a Thelohania wurmi Weiser — мышечные и соединитель-
ные ткани кишечника. Два вида возбудителей поражают несколь-
ко органов. Так, Nosema leptophlebiae Weiser разрушает ткани
кишечного эпителия, мышцы и подкожную соединительную ткань,
оставляя нетронутым жировое тело. Вид Gurleya legeri Hesse,
наоборот, развивается в жировом теле, но не поражает кишечник.
Болезни жирового тела поденок развиваются медленно, пато-
логическое действие паразита на жировое тело проявляется непо-
средственно перед последней линькой. В тех случаях, когда у по-
раженной личинки все же образовались зачатки яичников, ей не
хватает жировых запасов, необходимых для образования имаги-
вальных органов, и такая личинка погибает через 10—14 дней
после вылета здоровых особей.
Микроспоридии, развивающиеся в жировом теле, лишь в иск-
лючительных случаях бывают причиной гибели личинок поденок
до завершения ими развития. Это происходит лишь при времен-
ном снижении содержания в воде кислорода, при быстром высы-
хании водоема и т. п. Болезни мышц и соединительных тканей
опаснее и вызывают гибель пораженных поденок еще в период
личиночного развития. Заболевания кишечника носят хрониче-
ский характер (независимо от того, поражен ли эпителий или мы-
шечная и соединительная ткани), а уничтоженные клетки регене-
рируются.
Некоторые болезни, вызываемые микроспоридиями, в особен-
ности болезни жирового тела, внешне хорошо заметны. У неко-
торых видов (например, Nosema baetis Kudo) споры паразита,
487
освободившиеся из разрушенных жировых ячеек, распространя-
ются по всему телу личинки и проникают даже в жаберные
лепестки. Зараженные личинки поденок желтоватого цвета, послед-
ние сегменты брюшка менее подвижны. При поражении кишечни-
ка болезнь не имеет внешних заметных симптомов, наличие ин-
фекции в живых насекомых можно установить только по спорам,
выделяемым из кишечника с экскрементами. Заражение личинок
Т. wurmi можно также обнаружить путем анатомирования: на
извлеченном из тела поденки кишечнике видны цисты паразита,
сидящие на поверхности кишечника в виде бусинок.
В тканях хозяина микроспоридии, поражающие поденок, вы-
зывают обычные типы заражений. Схизонты паразита из кишеч-
ника проникают в гемолимфу и поражают те ткани, на которых
данный вид микроспоридии обычно развивается. Существует два
способа проникновения паразита в ткани. Виду Nosema tatrica
свойственно очаговое проникновение, при котором схизоиты про-
растают в одном или немногих местах в жировое тело, образуют
в нем первичные очажки инфекции, а затем из этих очажков па-
разит волнообразно распространяется в окружающие ткани. При
втором способе, как, например, у Nosema ЬаёНз, паразит прони-
кает в жировое тело во многих местах, откуда он распространя-
ется и равномерно заполняет все жировое тело. Только при за-
ражении поденок N. baetis происходит гипертрофия клеток, при-
чем у зараженных Ecdyonurus venosus Fabr. клетки жирового
тела и их ядра увеличиваются в размерах в 10 раз. Клетки дру-
гих тканей не гипертрофируются. Микроспоридии этого вида, по-
видимому, выделяют вещество, которое побуждает организм хо-
зяина к защитным реакциям — проникновение паразита вызыва-
ет приток лимфоцитов к пораженным местам, где они окружают
массы спор, уплотняя их в центре атретизации, в которых споры
рассасываются, превращаясь в черную массу. У других видов по-
денок, поражаемых N. baetis, т. е. у Baetis sp., Ыоёоп dipterum
Bengtss., С. rufulum Mill., Caenis macrura Steph., Centroptilum lu-
teolum Mill, и Ecdyonurus venosus Fabr. болезнь развивается при
различной реакции на нее хозяина, причем во многих случаях в
организме хозяина не происходит фагоцитоза и гипертрофии кле-
ток, наблюдаемых только в зараженных Ecdyonurus.
Зараженных микроспоридиями поденок можно обнаружить в
самых различных условиях среды. Личинок поденок рода С1оёоп,
пораженных микроспоридиозом, можно встретить на водных ра-
стениях, у самых берегов водоемов, причем в определенные пери-
оды степень распространения болезни бывает очень большой. Бо-
лезнь, вызываемая Т. wurmi, в течение многих лет обнаружива-
лась у личинок поденок в ирригационной канаве с медленным
током воды, но после углубления канавы инфекция исчезла. Ми-
кроспоридиоз, вызываемый N. leptophlebiae, обнаружен у поденок
в углублениях, временно заполняемых водой после таяния снега
и через несколько дней высыхающих.
488
Таблица 13
Микроспоридии подур, поденок и веснянок
Микроспори- дии Хозяин Автор Размер спор, мк Поражаемые органы
Glugea thysanurae Podura aquatica L. Pfeiffer, 1895 16X7 Гонады
Nosema ephemerae Ephemera sp. Lutz et Splendore, 1908 2x0,6 Кишечник
Nosema schneideri Ephemera vulgata L. Leger et Hesse, 1910 4X2 »
Nosema ЬаёВв BaStis div. sp., С1оёоп sp. Kudo, 1921 3-4X X 1,5-2,5 Жировое тело
Nosema leptophle- biae Lep.tophlebia ves- pertine L. Weiser, 1946 2—3x2 Кишечник, мы- шечная, сое- динительная ткань
Nosema tatrica Ephemerella igni- ta Poda Weiser, 1946 3-3,5 X X 1,7-3 Жировое тело
Gurleya legeri Ephemerella igni- ta Poda Hesse, 1903 4—5X X2,5—3 Жировое тело, мышечная и соедини- тельная ткань
Thelohania ЬаёНса ВаёНз pygmata Kudo, 1923 4—4,5 X X2,5 Жировое тело
Thelohania mutabi- lis Ameletus ludens Needh. Kudo, 1923 3.8-5X X2.5-3 То же
Thelohania rithro- genae Rhithrogena hyb- rida Eaton Weiser, 1946 5—5,5 X X2,5- 3 » »
Thelohania wurmi Baetis pumilus Burm. Weiser, 1946 5—6x2 Кишечник
Trichoduboscqia, epeori Epeorus torrenti- um Lfeger, 1926 3,5-4X2 Жировое тело
Stempellia mutabi- lis Ephemera vulgata Leger et Hesse, 1910 2-6 X X 1,5-2 » »
Plistophora vays- sierei Baetis rhodani Pict. Hesse, 1905 3-4 X Xl-2 » »
Plistophora centro- ptilii Centroptilium lu- teolum Mull. Weiser, 1946’ 4,5X2-3 » »
Plistophora bohe- mica С1оёоп rufulum Mull. Weiser, 1946 6-7x2-3 » »
Telomyxa glugei- formis Ephemera vulgata L. Lfeger et Hesse, 1910 6,5x4 » »
Plistophora plec- opterae Nemoura cineraea Rets. Weiser, 1946 6—6,5X4 » »
Toxoglugea chlo- roperlae Nemoura cineraea Rets. Weiser, 1916 2x0,5 » »
489
Виды микроспоридий, паразитирующие у личинок поденок,
обитающих в текучих водах, для распространения в верховьях
должны преодолевать быстрое течение, которое сносит вниз ин-
фекцию из разлагающихся трупов поденок ’. В проточных водо-
емах инфекция накапливается в углублениях за камнями, в скоп-
лениях водорослей, прибрежных мхов и т. п. Среди укрывающихся
в таких местах личинок поденок в некоторых случаях наблю-
далось сильное распространение болезни.
Из 16 исследованных видов поденок по пробам, содержавшим
50—200 особей, микроспоридии были обнаружены у 10 видов. Со-
бранный в последующем материал не был достаточно многочис-
ленным, чтобы можно было установить распространение болез-
ни. В хорошо изученной нами местности в окрестностях г. Хоте-
боржа некоторые водные системы очень богаты инфекцией, в то
же время в других опа отсутствовала. В таблице 14 показано рас-
пространение среди разных видов поденок болезней, вызываемых
различными видами микроспоридий, в среднем за 1940—1945 гг.
Таблица 14
Заражение некоторых видов поденок микроспоридиями в водоемах
окрестностей Хотеборжа (Чехословакия)
Виды поденок Микроспоридии Зараже- ние, %
С1оёоп dipterum Nosema ЬаёНв 10
С1оёоп rufulum Nosema ЬаёПв 10
С1оёоп dipterum Plistophora centroptilii 1
С1оёоп rufulum Plistophora bohemica Очень
редко
ВаёНз pumilus Thelohania wurmi 100
Leptophlebia vespertina Nosema leptophlebiae 5-10
Centroptilium luteolum Nosema ЬаёНз 2
Centroptilium luteolum Plistophora centroptilii 6
Caenis macrura Nosema ЬаёЙв 1
Степень распространения болезней зависит также от сезона
года. Так, частота встречаемости N. baetis, N. leptophlebiae, N. ta-
trica имеет хорошо выраженный весенний максимум, а вид N. ba-
etis— также второй осенний максимум. Thelohania wurmi явля-
ется летним видом, так же как и Plistophora centroptilii и Р. Ьо-
hemica.
Максимум распространения болезни зависит также от размно-
жения и развития личинок поденок, причем степень распростра-
нения болезни возрастает по мере развития личинок. В период,
когда нимфы выходят на поверхность, наблюдается наибольший
1 Разумеется, микроспоридии не могут преодолевать течение, их распростра-
нение в верховья рек и ручьев осуществляется пассивно в результате переноса
активно мигрирующими крылатыми насекомыми или рыбами. — Прим. ред.
490
Рис. 62. Trichoduboscqia ереоге. Пан-
споробласты с нитевидными отрост-
ками. Некоторые панспоробласты
распались на единичные споры. Спра-
ва — Telotnyxa glugeiformis споры в
«панспоробластах».
процент зараженных особей, так как все личинки, запоздавшие в
развитии, оказываются больными. В этот период пораженные осо-
би настолько малоподвижны, что их легко поймать в воде рукой.
Среди паразитов поденок имеются два очень интересных вида.
Первый — Trichoduboscqia epeori Lfeger — является паразитом жи-
рового тела поденок Epeorus torrentium и Rhithrogena semicolo-
rata Curt. На шаровидных панспоробластах диаметром 9—10 мк
имеются по 4 иглы длиной 20—22 мк, образующиеся в результа-
те дифференцировки оболочки панспоробласта. На панспоробла-
стах, содержащих вместо обычных 16 спор только 8 (10%' слу-
чаев), образуется всего 2 иглы. Эти иглы переплетаются с водо-
рослями на дне водоема и с фильтрующим устройством личинок
и тем способствуют поглощению поденками инфекции с пищей.
В последние годы Кодреану вновь обнаружил в Румынии в
районе Синай и микроспоридию Telotnyxa glugeiformis Lfeger et
Hesse, которая, согласно первоначальному описанию, имеет яйце-
видные споры размером 6,5X4 мк, со стрекательной нитью на
каждом из полюсов, причем выбрасываются обе нити. Тот же ав-
тор [35] обнаружил в нимфах поденки Ephemera danica О. F. М.,
обитающей в горных ручьях Апусени, микроспоридию, которая,
по-видимому, идентична с Т. glugeiformis.
Кодреану считает, что у данного вида споры развиваются па-
рами. Экваториальная перегородка между двумя шаровидными
более светлыми «вакуолями» представляет не спороплазму, а вы-
рост оболочки споры, а вся спороплазма заключена в каждой
«вакуоли». Свернутые в спорах стрекательные нити после гидро-
лиза окрашиваются в обеих «вакуолях». Яйцевидные споры рас-
положены в споробластах по 8—32 штуки, длина их стрекатель-
ных нитей после выбрасывания до 60 мк. Кодреану предложил
для группы Dicnidea новое название Polycytosporea в отличие от
Monocytosporea, куда относятся остальные микроспоридии. По
существу вид, описанный Кодреану, относится к роду Glugea, ко-
торый характерен наличием 2 спор в панспоробласте, хотя пан-
споробласты этого вида имеют отличия в сравнении с тем же об-
разованием у других известных видов.
Микроспоридии, поражающие поденок, распространены всюду,
где имеются их хозяева, которые разносят паразита по другим
водным системам. В Европе установлено 13 видов микроспоридий,
491
поражающих поденок, в Северной Америке — 3 вида. Виды родов
Trichodubscqia и Telomyxa зарегистрированы в ручьях горных об-
ластей, а в средней Европе, по-видимому, отсутствуют.
В связи с тем что рыбы и другие хищники уничтожают боль-
шое количество личинок поденок, гибель поденок от микроспори-
дий не так заметна. Некоторые изменения, происходящие в водо-
емах, где развиваются личинки поденок, приводят к резкому
усилению развития болезней. В связи с этим весьма реальна возмож-
ность использования микроспоридий для уничтожения поденок,
которые в огромных количествах размножаются в разных, важ-
ных в санитарном отношении водоемах. В период лёта массы по-
денок препятствуют нормальной работе транспорта, мешают ос-
вещению и загрязняют жилища человека.
Микроспоридиозы веснянок. Микроспоридии, поражающие вес-
нянок, были обнаружены чисто случайно, что объясняется недо-
статочным вниманием, уделяемым исследователями изучению бо-
лезней личинок этой группы насекомых. У мелких форм, напри-
мер Nemoura cinerae R., весной и позднее летом обнаружены два
вида микроспоридий — Plistophora plecopterae Weiser и Toxoglu-
gea chloroperlae Weiser. Последний вид интересен тем, что его
дуговидно изогнутые споры расположены в шаровидных панспоро-
бластах по 8 штук, подобно пальцам руки при рукопожатии. Во-
круг спор не имеется признаков желатиновидной оболочки. Бо-
лезнь проявляется у личинок, живущих на растениях в мелких
луговых ручьях и водоотводных канавах. Пораженные личинки
пожелтевшие и заметно светлее окрашены.
Микроспоридиозы стрекоз. У этих насекомых болезни, вызывае-
мые микроспоридиями, встречаются очень редко, в небольших во-
доемах, где происходит локальное размножение паразита и разви-
тие болезни. Так, папример, в небольшом противопожарном
бассейне в Мосте Али Паши возле Сараево многочисленная попу-
ляция Calopteryx sp. была на 50% заражена микроспоридией Stem-
pelia calopterygis W. Пораженные личинки держались на расте-
ниях и лишь с трудом передвигались. Все их тело превратилось в
мешок, наполненный спорами, которые после удаления жаберного
лепестка белой массой вытекали из тела личинки. Споры располо-
жены по 4,8 и более штук в панспоробластах, которые быстро ра-
створяются, и высвободившиеся из них споры располагаются
поодиночке. Наряду с нормальными спорами длиной 3,5 мк образу-
ется большое количество тератоспор с заметно утолщенной оболоч-
кой, размером 5—8X3—4,5 мк. Эти тератоспоры, неспособные к
дальнейшему развитию, характерны для вида паразита.
Из других микроспоридий насекомых этого отряда поражают
Nosema aeschnae Fantham, Porter et Richardson и Gurleya ae-
schnae тех же авторов. Первый вид поражает жировое тело, а
второй — эноциты Aeschna grandis L. Распространение болезни
происходит, по-видимому, в результате каннибализма, когда здо-
ровые личинки стрекоз пожирают больных личинок своего вида.
492
Таблица 15
Микроспоридии стрекоз
Микроспоридии Хозяин Автор Размер спор, мк Поражаемые органы
Nosema aeschnae Gurleya aeschnae Stempellia calop- terygis Aeschna grandis L. Aeschna grandis L. Calopteryx virgo L. Fantham et all. 1941 Fantham et all. 1941 Weiser, 1956 5,9-7,4x3,4- —4,6 5,5—6,6X3-4 3,5X1,7 1 5—8x3,4 J Жировое тело Эноциты Жировое тело
Микроспоридиозы тараканов. Развитию микроспоридиозов та-
раканов способствует размножение этих насекомых в тесных
поселениях, в условиях ограниченного пространства, загрязнен-
ного экскрементами тараканов и другими отходами. Запах экс-
крементов приманивает тараканов к месту, где имеется пригод-
ная для них пища. Помимо того, у тараканов сильно развит
каннибализм — пожирание мертвых особей своего вида, что способ-
ствует распространению болезни. Учитывая эти особенности, мож-
но лишь удивляться, что до настоящего времени зарегистрирова-
но всего три вида микроспоридий, вызывающих болезни тара-
канов.
Таблица 16
Микроспоридии тараканов
Микроспоридии Хозяин Автор Размер спор, мк Поража- емые органы
Plistophora peri- planetae Blatta orientalis L. Lutz et Splendore, 1903 5,5x2,5-3 Мальпи- гиевы сосуды
Plistophora blattae Blatta orientalis L. Weiser, 1961 5-6x2,5—3 Жировое тело
Plistophora kudoi Blatta orientalis L. Sprague et Ramsay, 1941 3,2x1.75 Кишечник
При искусственном разведении тараканов почти всегда проис-
ходит их заражение Plistophora periplanetae. Споры этой микро-
споридии, находящиеся группами в мальпигиевых сосудах взрос-
лых насекомых, очень плохо окрашиваются. Вызываемое парази-
том повреждение тканей сосудов незначительно и возмещается
регенерацией клеток, причем даже при оперативном вмешатель-
стве болезнь сильно не проявляется.
Мерсье обнаружил во Франции в жировом теле тараканов
микроспоридию Plistophora blattae, которая отличается от преды-
493
дущего вида по локализации в теле хозяина, вызывая меловое
побеление жирового тела у пораженных особей. Третий вид Pli-
stophora kudoi, поражающий кишечник, также очень медленно
размножается, в связи с чем количество пораженных паразитом
клеток всегда компенсируется за счет регенерации и существен-
ного вреда хозяину этот паразит не причиняет. Спрейг и Рамзей
[293], исследуя эту болезнь, установили ее у 75% проанализиро-
ванных тараканов как из естественной популяции, так и искусст-
венно разводимых; кишечник и его слепые отростки под воздей-
ствием паразита белеют и опухают.
Микроспоридиозы термитов. Болезни термитов, вызываемые
микроспоридиями, зарегистрированы также в редких случаях. Из-
вестно лишь два таких возбудителя — Nosema termitis Kudo,
поражающая клетки кишечного эпителия термита Reticulitermes
flavipes Koel. в Иллинойсе. Споры этой микроспоридии, размером
6—8 мкХЗ—4,7 мк, были обнаружены более чем у 13%' исследо-
ванных особей термитов. Позднее эта болезнь была несколько раз
обнаружена у других видов термитов в Европе. Регенерация кле-
ток кишечника, пораженного микроспоридией, происходит так
быстро, что болезнь не представляет серьезной опасности для хо-
зяина.
Второй вид микроспоридии, поражающей термитов, Duboscqia
legeri Perez заражает, по-видимому, эноциты термита Caloterm.es
licifugus Rossi во Франции, так как в результате развития болез-
ни в полости тела термитов образуются большие шаровидные ци-
сты. В яйцевидных панспоробластах размером 7X12 мк лежат
по 16 спор паразита размером 2,5X5 мк.
Ни одно из этих заболеваний не является смертельным для
хозяина. Они проявляются в популяциях термитов спорадически,
и ни в одном случае пе отмечено сколько-либо сильного развития
болезни и серьезного вреда от них хозяину. Однако следует от-
метить, что имеющиеся данные относятся к видам, обитающим
на окраинах ареала термитов, данные же из тропических зон рас-
пространения этих насекомых отсутствуют. Нет сведений и об
использовании микроспоридий для уничтожения термитов в тер-
митниках. Распространению болезни способствует свойственное
термитам поедание мертвых особей своего вида. Эта особенность
способствует также сохранению инфекции в колониях термитов.
Микроспоридиозы саранчи. Для саранчовых пока известна
лишь одна микроспоридия Nosema locustae Canning. Паразит был
выделен из азиатской перелетной саранчи (Locusta migratoria
migratorioides Reiche et Fairmaire) при ее искусственном разве-
дении в Англии, куда исходный материал был завезен из Индии
или Африки. Эту же микроспоридию Бухер обнаружил также на
юге Канады, и, по-видимому, о ней упоминается в ежегодниках
Министерства земледелия США за 1952—1953 гг. Широкояйце-
видные споры шириной 1,5x3,5 мк и длиной 3,5 X5,5 мк запол-
няют жировое тело саранчи, которое превращается в разбухшую,
494
заполненную микроспоридиями массу, окруженную чехлом из сое-
динительной ткани с отлагающимся в ней пигментом. Болезнь
вызывает гибель лишь при сильном заражении личинок саранчи
первых возрастов. Заражение личинок старших возрастов взрос-
лых особей не вызывает их гибели, но уменьшение жирового те-
ла приводит к уменьшению числа яиц, откладываемых самками.
Хугер [112], изучавший под электронным микроскопом споры
этой микроспоридии, установил детали расположения нити и за-
родыша, о чем указывалось в вводной части данной главы.
Диссанайке и Каннинг [49] изучали механизм выброса стрека-
тельной нити и пришли к выводу, что нить выбрасывается из от-
верстия споры, как свернутая петля, и выносит зародыш, укре--
пленный на ее конце.
Бухеру удалось с пищей перенести инфекцию на саранчу-ши-
стоцерку (Schistocerca gregaria Forsk.) и показать, что культуру
без особого труда можно поддерживать на искусственно разво-
димых в лаборатории насекомых. Распространение инфекции в
природных условиях происходит при пожирании саранчой погиб-
ших от болезни особей, через экскременты и остатки пищи. У не-
стадных саранчовых и кузнечиков, распространенных в Европе,
эта болезнь не наблюдалась.
Микроспоридиозы вшей. Заражение вшей микроспоридией бы-
ло зарегистрировано лишь в одном случае, причем в дальнейшем
этот факт не был подтвержден. В 1926 г. Попов и Мануйлова
описали микроспоридию Nosema (Соссопета) pediculi из кишеч-
ного эпителия платяной вши Pediculus humanum corporis Deg.
На рисунках, приложенных к описанию, видны мелкие шаровид-
ные образования в клетках эпителия, которые позднее проникают
и в жировое тело вши, а затем из лопающихся клеток переходят
в лимфоциты. Споры микроспоридии почти шаровидные, разме-
ром 3,2 X 4,3 мк.
Инфекция от больных вшей здоровым может передаваться
лишь случайно, так как взрослые вши и их нимфы питаются толь-
ко кровью людей. Передача инфекции происходит, по-видимому,
через поверхность тела людей, загрязненную спорами микроспо-
ридии, содержащимися в экскрементах вши или в ее теле после
раздавливания. В этих случаях вошь при поисках места для уку-
са может загрязнить свои ротовые органы потом человека, в ко-
тором находятся споры микроспоридии, и таким путем заразить-
ся. Из 80 исследованных вшей в белье одного человека было
обнаружено 6 вшей, зараженных этой микроспоридией. При прове-
денных Вейзером исследованиях вшей, разводимых в ряде инсти-
тутов и в его лаборатории, ни в одном случае не удалось обнару-
жить это заболевание.
Микроспоридиозы клопов. По данным Пуассона, проводивше-
го детальные исследования, в особенности на водяных клопах ми-
кроспоридии довольно часто поражают клопов. Это, по-видимо-
му, связано с их хищным образом жизни. Данные о шести видах
495
микроспоридий, паразитирующих на клопах, приведены в таб-
лице 17.
Таблица 17
Микроспоридии клопов
Микроспоридии Хозяин Автор Размеры спор, мк Поражаемый орган
Nosema veliae Vella currens F. Poisson, 1929 5,5-7x3 Кишечник, жи- ровое тело, эноциты
Nosema adiei Cimex rotundatus L. Christophers, 1922 3X1,7 Кишечник, яичники, слюнные же- лезы
Nosema nepae Nepa cinerea L. Poisson, 1928 5- 5,5 X X2.5 Кишечник, жи- ровое тело, эноциты
Thelohania veliae Velia currens F. Poisson, 1928 5X5-7 То же
Toxoglugea mer- cieri Notonecta viridls Del. Poisson, 1924 4,5x1,5 Жировое тело
Toxoglugea ger- ridis Aquarius najas DeG. Poisson, 1940 4,5X0,8 » »
Микроспоридия Nosema adiei Christophers первоначально бы-
ла принята Ади за одну из стадий развития Leishmania donovani,
и переносчиком вызываемого этим видом лейшманиоза был при-
знан, постельный клоп. Кристофере в 1922 г. установил, что этот
паразит является микроспоридией, но лишь в 1924 г. Шортт и
Сваминат [290] описали его и дали ему название. Лентовидные
схизонты микроспоридии были обнаружены в кишечном эпителии,
в слюнных железах, а позднее и в яичниках клопов. В описании
авторов не указано, каким образом инфекция переходит из ки-
шечника в овариолы и как заражаются микроспоридией другие
ткани хозяина.
Остальные микроспоридии, поражающие клопов, во многом
сходны тем, что заражают почти одни и те же органы хозяина.
Микроспоридии Nosema veliae Poisson, N. nepae Poisson и The-
lohania veliae Poisson в основном поражают кишечник и лишь
по мере развития болезни проникают в жировое тело. Первые два
возбудителя образуют на кишечнике периинтестинальные цисты
в клетках соединительной ткани оболочки, которые постепенно
лопаются, и споры из них выпадают в гемолимфу, где поражают
лимфоциты и эноциты. Третий вид диффузно заражает кишеч-
ный эпителий.
Оба представителя рода Toxoglugea поражают исключительно
жировое тело своих хозяев и отличаются лишь по степени изгиба
дугообразных спор.
Из всех микроспоридий, заражающих клопов, чаще всего
встречается Nosema nepae, которая в некоторых местностях по-
496
ражает до 90% водяных скорпионов. Пуассон (272], изучавший
эту болезнь, установил наличие у клопов некоторых защитных
реакций против паразита. Как только на соединительных тканях
кишечника появляются первичные цисты паразита, они окружа-
ются слоем соединительной ткани, в котором отлагается темный
пигмент, и этот слой ткани сдавливает массу спор в атретизаци-
онные узлы, препятствуя дальнейшему распространению и разви-
тию спор. Подобное явление можно наблюдать в слое эноцитов,
оседающих на кишечнике. В зараженных клетках жирового тела
автор наблюдал гипертрофию ядер и их дробление; в непоражен-
ных клетках, вблизи от места заражения происходит интенсив-
ный митоз и амитоз, по-видимому, для возмещения уничтожен-
ных и заполненных спорами паразита клеток. Ядра пораженных
клеток распадаются в тот момент, когда оболочки клеток разры-
ваются и содержимое клеток сливается в общей цисте. Пуассону
в лабораторных условиях удавалось заражение здоровых клопов,
после того как они высасывали больных.
О патогенности микроспоридий для клопов данных нет. При
заражении Nosema перае Вейзер наблюдал, что пораженные осо-
би нормально передвигались, смертность среди них была незна-
чительная. Эти болезни клопов известны в Европе.
Nosema adiei зарегистрирована в Индии. По-видимому, ука-
занные микроспоридии сопутствуют своим хозяевам в их ареалах.
Микроспоридиозы тлей. Имеется только одно сообщение об
обнаружении микроспоридии, поражающей тлей [69]. Для пара-
зита было предложено название Toxoglugea fanthami Weiser.
Микроспоридия была обнаружена в мальпигиевых сосудах тли
Aphis rumicis L. в Канаде. Дуговидно изогнутые споры этой ми-
кроспоридии имеют размеры 4,3—5x0,7—1 мк.
Возбудитель с трудом передается от больных здоровым осо-
бям. Наиболее вероятными способами передачи инфекции, по-ви-
димому, являются уколы тлей яйцекладом их паразитов, а также
проникновение спор, содержащихся в экскрементах больных осо-
бей (а возможно, и в экскрементах хищников), через ротовые ор-
ганы тлей при их питании на загрязненных экскрементами ча-
стях растений. О распространенности болезни в популяциях тли
известно очень мало.
Микроспоридиозы перепончатокрылых насекомых. Известных
в настоящее время микроспоридий, связанных с перепончатокры-
лыми насекомыми, следует подразделить на две группы: непо-
средственные паразиты перепончатокрылых и возбудители болез-
ней других насекомых-хозяев перепончатокрылых, от которых
болезнь может передаваться.
Современные знания о болезнях перепончатокрылых скудны,
и весьма вероятно, что имеющиеся данные не соответствуют дей-
ствительности.
Из непосредственных паразитов перепончатокрылых наиболь-
шее значение имеет только микроспоридия Nosema apis Zander —
32 Я. Вейзер
497
возбудитель нозематоза пчел. В то время как аналогичная бо-
лезнь тутового шелкопряда известна уже более тысячи лет, но-
зематоз пчел длительное время смешивали с болезнями, вызы-
ваемыми бактериями, грибами или недоброкачественной пищей.
Лишь систематическое использование микроскопа при исследова-
нии пчел позволило Денхоффу [54—56] в 1857 г. обнаружить в
экскрементах погибающих и мертвых пчел яйцевидные, сильно
преломляющие свет образования, которые в массе сопутствовали
всем случаям заболевания пчел болезнью, называемой «пчелиный
мор», нозема. Известный протозоолог Лейкарт проверил матери-
ал Денхоффа и определил обнаруженные им тельца как плесень,
хотя еще с 1838 г. была известна другая микроспоридия, Glugea
anomala, поражающая рыб, а с 1856 г. известен возбудитель пе-
брины шелковичного червя Nosema bombycis.
Неправильный диагноз Лейкарта на несколько лет задержал
установление подлинной причины болезни пчел. Лишь после того,
как были разработаны дифференциальные методы диагностики,
позволяющие различать болезни, вызываемые бактериями, виру-
сами или клещами, появилась возможность определения и микро-
споридий, что дало возможность Цандеру выделить и описать
возбудителя нозематоза пчел.
Nosema apis Zander имеет очень простой цикл развития, что
вообще свойственно видам рода Nosema. Споры паразита выбра-
сывают стрекательные нити в кишечнике пчелы и планонты
проникают в стенку кишечника. Планонты бесформенные, амебопо-
добные, шириной 2,8 мк. Проникнув в ткани хозяина, они выра-
стают в сферические схизонты, ядро которых делится, и возни-
кают 4—6-ядерные сферические образования, распадающиеся на
одноядерные яйцевидные меронты. Меронты вновь растут, обра-
зуют длинные лентовидные формы с несколькими ядрами, распо-
ложенными в ряд друг за другом, что характерно для второй
схизогонии. При последнем делении эти ядра делятся, образуя
пары тесно соединенных друг с другом ядер.
Плазма, окружающая эти пары ядер, уплотняется. Иногда
образовавшиеся таким путем двойные ядра расходятся, а иногда
остаются соединенными в пары, и оба ядра вырастают в пузыри
с хроматином, распределенным в ленте хромосом. Оба ядра ав-
тогамет затем сливаются, образуя одно общее ядро, которое пос-
ле митоза делится на два дочерних ядра, расходящихся в двух
образовавшихся споронтах. Одноядерные споронты еще раз де-
лятся на два, а затем каждый из них преобразуется в широко-
яйцевидную спору длиной 4—6 мк и шириной 2—3 мк. Строение
споры соответствует типу, который был описан в вводной части гла-
вы. Стрекательная нить, длина которой достигает 400 мк, распо-
ложена в споре непосредственно под ее оболочкой, образуя два
слоя витков.
Споры проникают в кишечник пчелы с пищей, в переднем от-
деле средней кишки они вскрываются, и зародыш выбрасывается
498
наружу через стрекательную нить. Эта микроспоридия поражает
исключительно кишечный эпителий и стенки мальпигиевых сосу-
дов. Схизонты проникают в отдельные клетки и растут, образуя
ряды, расположенные перпендикулярно к поверхности кишечника.
Споры также остаются в том же положении. Лишь значительно
позднее начинается горизонтальное расселение схизонтов из одной
разрушенной клетки в другую, соседнюю, в основном же инфек-
ция проникает в эпителий из просвета кишечника. С увеличением
числа схизонтов пораженная клетка вытягивается в длину и сво-
им куполовидно вздувшимся концом выступает из эпителия в по-
лость кишечника. Во вздувшейся части клетки сосредоточивается
большая часть образовавшихся спор. Через определенные интер-
валы вздувшиеся части отделяются от остатков клеток и в виде
шаровидных сгустков, заполненных спорами, выводятся из ки-
шечника наружу.
Такие псевдоцисты напоминают плистофору. Пораженные и
закрытые клетки вновь заполняются нарастающими спорами, од-
нако плазма под воздействием паразита сильно изменяется, а яд-
ро дегенерирует и распадается на мелкие гранулы. Кишечник
пчелы образует такое количество новых клеток, что обычно воз-
мещаются все повреждения, причиненные паразитом. Однако,
как только в результате плохого питания и неблагоприятной по-
годы (похолодание, высокая влажность) замедляется процесс ре-
генерации в кишечнике и пища пчел сильнее разбавляется водой,
интенсивность развития болезни и количество уничтоженных па-
разитом клеток начинает превышать количество регенерируемых,
усиливается заражение клеток микроспоридиями из кишечника и
болезнь принимает острую форму.
Болезнь не дает заметных внешних признаков. Она проявля-
ется в общем ослаблении больных особей, пчелы плохо и неохот-
но летают и ползают, иногда наблюдаются паралич ног, поносы
или же (что связано с повреждением кишечника) выделение жид-
ких экскрементов. Болезнь проявляется только у взрослых насе-
комых, главным образом у старых рабочих пчел. Молодые пчелы
болеют нозематозом не так часто, а матки и трутни исключи-
тельно редко. Борхерт [24] обнаружил нозематоз лишь у 9% ис-
следованных маток, а при поверке зараженных пчелиных семей
болезнь была обнаружена у 30% обитавших в ней маток.
При анатомировании пчел установить болезнь можно макро-
скопически по кишечнику белого цвета, в отличие от нормального
желтоватого прозрачного кишечника. Повреждение клеток нозе-
матозом препятствует нормальному образованию перитрофиче-
ской мембраны, в связи с чем ослабевает перистальтика, а это
приводит к усиленному развитию в кишечнике других микроор-
ганизмов, чему способствует также белковый транссудат, посту-
пающий в кишечник через его разрушенные стенки.
Источником инфекции для здоровых пчел являются экскремен-
ты больных особей, загрязняющие соты, стены и другие части
32*
499
улья, поилки и сам корм. Исследования течения болезни показа-
ли, что наиболее сильное заражение семей бывает в апреле—
мае, после чего интенсивность развития болезни несколько снижа-
ется и достигает нового максимума весной следующего года. Эта
особенность свидетельствует о том, что, помимо возраста пчел и
заражения спорами окружающей среды, на развитие болезни
сильно влияют уже упомянутые факторы питания и погоды. Бей-
ли [13, 14] установил, что весенняя очистка ульев увеличивает
число случаев болезни. Перенос расплода в чистые ульи снизил
развитие болезни практически до нуля. Михайлов [234] упоминает
о влиянии на развитие болезни корма. В семьях, кормившихся
только собственными запасами, нозематозом было поражено 23%
особей, в семьях, подкармливаемых сахарным сиропом, было 12%
больных пчел, а в тех случаях, когда количество сиропа для под-
кормки составляло 50% запасов семьи перед зимовкой, нозематоз
был обнаружен всего у 3,8% особей.
В обычных условиях улья первые споры появляются в пора-
женных пчелах через 3,5 дня после заражения. Кармо и Морген-
талер [130] сообщали, что повышение температуры с 20 до
30—34° С сократило период развития паразита до 2 дней. Сни-
жение температуры до 10° С или повышение до 37° С привело к
остановке развития микроспоридий и образования спор. Лотмар
[209, 210] установила, что температурный оптимум для Nosema
apis лежит в пределах 30—35° С. Повышение температуры всего
на 2° С сильно влияет на развитие болезни, причем равновесие
между паразитом и хозяином сдвигается в пользу последнего.
В связи с тем что пчелы в известных пределах сами регулируют
температуру в улье, крайне трудно использовать повышенную
температуру для лечения семей, зараженных нозематозом. В борь-
бе с нозематозом большое значение имеет усиление семьи хоро-
шим кормом, соответствующим размещением ульев, применением
дезинфекции и терапии.
Споры N. apis очень устойчивы. В различных белковых остат-
ках, в воске и меде споры сохраняют жизнеспособность очень
долго. В экскрементах пчел на рамках, под восковым покровом в
пыльце и меде при обычной температуре в сухом месте или на
солнце споры обычно сохраняли жизнеспособность 2—4 месяца.
Такие химические вещества, как салол, салициловая кислота, бе-
танафтол и другие при концентрациях 1 : 500 до 1 : 2000 уничто-
жают споры в течение 30 минут. Несколько быстрее действуют
пары формалина и ледяной уксусной кислоты, очень эффектив-
ных при фумигации ульев, их перегородок, рамок и другого обо-
рудования. Для обработки одного улья расходуется 200—300 мл
концентрированного химиката, который испаряют в закрытом по-
мещении (камере) или под пленкой. Продолжительность фуми-
гации не менее 24 часов [12].
Хемотерапия, при которой применяют обычно два препара-
та— антибиотик и химическое вещество,— это лишь вспомогатель-
500
ное средство в системе мероприятий по ликвидации нозематоза,
так как проведение хемотерапии связано со значительными труд-
ностями и она не подавляет полностью болезнь и не предотвра-
щает повторного заражения семьи. Применяемый против нозема-
тоза антибиотик фумидил В содержит основное действующее ве-
щество— фумагилин. Практика показала, что фумидил В дает
лучшие результаты, чем его синтетический конкурент ноземак,
препарат, созданный Гонтарским и Вагнером [92] на основе
2-этил-меркуромеркаптобензоата натрия. Оба препарата скармли-
вают пчелам с сиропом, причем доза фумидила 10 мг/л, а нозе-
мака 20 мг/л.
Микроспоридия N. apis, помимо медоносной пчелы, поражает
несколько видов насекомых из подсемейства Apoidea, в том числе
Bombas terrestris L., В. lapidarius L., В. hortorum L., В. venustus,
В. latreilleus Kby., а из более отдаленных таксономических групп
Vespa gallica L. Сообщалось о случаях заражения этой микро-
споридией бабочек и двукрылых насекомых (Pieris brassicae L.,
Callimorpha jacobeae L., Abraxas grossulariata L., Calliphora ery-
throcephala Mg., Tipula oleracea L. и Melophagus ovinus L. [66].
Весьма вероятно, что во многих случаях эти сообщения ошибочны
и за возбудителя нозематоза пчел были приняты другие виды ми-
кроспоридий или же споры, обнаруженные в кишечнике исследо-
ванных насекомых, попали туда с кормом и были приняты за спо-
ры, образовавшиеся в кишечном эпителии этих насекомых.
Фантам и Портер [68] описали микроспоридию Nosema bombi
из шмелей. Сравнение нашего материала с описанием названных
авторов, а также с Nosema apis Zander показало, что признаки
обеих этих микроспоридий в доверительных пределах совершенно
одинаковы. Описанная Фантамом и Портером как вид микроспо-
ридия Nosema bombi морфологически идентична N. apis, способ-
на заражать тех же хозяев и не имеет признаков, явно отличаю-
щих ее от N. apis.
Микроспоридиозы паразитических перепончатокрылых. Во мно-
гих видах паразитических перепончатокрылых насекомых были
обнаружены те же виды микроспоридий, которые поражают их
основных хозяев. Поэтому трудно решить, кто является основным
хозяином микроспоридии — паразит (энтомофаг) или его жертва.
Ниже приводятся описания микроспоридий, развивающихся в па-
разитированных энтомофагами хозяевах.
Микроспоридия Nosema mesnili Paillot является обычным па-
разитом капустной белянки, поражающим все ее органы. В зара-
женных микроспоридией гусеницах белянки часто можно обнару-
жить личинок ее энтомофага — наездника Apanteles glomera-
tus L., которые содержат схизонты и споры микроспоридий,
попавшие в них с зараженными тканями хозяина. В личинке на-
ездника микроспоридия поражает разные органы, главным обра-
зом слюнные железы, кишечный эпителий, стенки стомодеума и
соединительные ткани, покрывающие мозговые ганглии. Едипич-
501
ные споры можно обнаружить в семенниках и в яичниках взрос-
лых наездников. Поражаются также и мальпигиевы сосуды. Спо-
ры микроспоридий встречаются также в выделениях личинки на-
ездника и так же, как и споры, освободившиеся из пораженных
тканей хозяина, свободно циркулируют в его гемолимфе. При
сильном заражении личинки наездника погибают перед послед-
ней линькой [300], а при слабом инфекция переходит во взрослую
особь, и под ее воздействием снижается число фолликул, образу-
ющихся в яичниках самок. Споры остаются и в созревших фол-
ликулах, и в этом случае самки откладывают зараженные микро-
споридией яйца. После первой же дефекации личинки происходит
заражение микроспоридией хозяина — гусеницы белянки. Зараже-
ние могут производить и споры, выделенные личинкой при отры-
гивании пищи. Таким образом, наездник может заразить микро-
споридией здоровых гусениц белянки путем откладки в них зара-
женных яиц. Заражение хозяина эптомофагом часто происходит
и при откладке им здоровых яиц, если поверхность яйцеклада за-
грязнена спорами или следы пораженной ткани попали внутрь
яйцеклада после откладки яйца в больную гусеницу.
Учитывая, что наездник, как это установил Гостунски, произ-
водит значительно больше уколов яйцекладом, чем откладывает
яиц, вероятность передачи инфекции таким путем намного воз-
растает.
Заражение микроспоридией N. mesnili приводит к снижению
процента отрождающихся и окукливающихся личинок, а также
к снижению плодовитости самок энтомофага. Вместе с тем зара-
жение личинок наездника микроспоридиями способствует распро-
странению этой болезни в популяции белянки и снижению ее чис-
ленности даже в тех случаях, когда личинки энтомофага гибнут
в теле гусеницы.
Apanteles glomeratus как хозяин микроспоридии имеет и дру-
гую способность — переносить микроспоридию белянки на всех
своих дополнительных и некоторых случайных хозяев, в особен-
ности на репную белянку, боярышницу и др. Эти новые хозяева
наездника, в свою очередь, становятся вторичными источниками
инфекции для ряда энтомофагов, которые переносят микроспори-
дию на своих хозяев. По данным Блунка [21], этой микроспори-
дией (указываемой им под названием Plistophora polyvora) зара-
жаются следующие паразиты белянки: Hemiteles fulvipes Grav.,
И. simillimus sulcatus Blunck, Gelis transfuga Forst., Thysiotorus
brevis Thoms., Dibrachus cavus Walk., Tetrastichus rapo Walk. Го-
стунски установил, что N. mesnili переносится также энтомофага-
ми Pteromalus puparum L. и Anilastus ebeninus Grav.
Наличие инфекции в наездниках Apanteles aporiae и A. glo-
meratus наблюдал Липа [198, 199], изучавший цикл переноса
N. mesnili (N. aporiae Lipa) на Aporia crataegi L.
Вторым аналогичным примером являются микроспоридии No-
sema destructor Steinhaus et Huges и Plistophora californica Stein-
502
haus et Hughes. Обе эти микроспоридии поражают жировое тело,
мальпигиевы сосуды, прядильные железы, эпителий кишечника,
соединительные ткани и яйцевые трубочки картофельной моли
Gnorimoschema operculella Zeller. Заражается микроспоридией и
энтомофаг моли Macrocentrus ancylivorus Roh., причем инфекция
развивается в нем в тех же органах, что и в моли.
Аллен и Брансон [3, 4] и Аллен [2] разработали метод терми-
ческой дезинфекции яиц картофельной моли путем выдерживания
их в воде при температуре 47° С в течение 20 минут. После та-
кой обработки в партиях искусственно разводимой моли (для
размножения энтомофага) содержалось 75—90% здоровых гусе-
ниц и выход энтомофага М. ancylivorus увеличился до 85% про-
тив 50% в партиях, зараженных микроспоридией, но не подвер-
гавшихся термодезинфекции.
Мартини [221] обнаружил в Gelis sp. паразитирующих на
светлоногой блошке Phyllotreta nemorum L. неизвестную микро-
споридию, общую для энтомофага и его хозяина и поражающую
мальпигиевы сосуды, нервы и гонады энтомофага. Подобное же
сообщение имеется о заражении энтомофага из рода Habrobra-
соп микроспоридией амбарной огневки, переносчиком которой
является эта браконида.
Влияние микроспоридий на энтомофагов заключается не толь-
ко в прямом воздействии болезни, но и косвенно через заражен-
ного насекомого-хозяина. Помимо непосредственного уничтоже-
ния такого хозяина в связи с поражением его тканей, микроспо-
ридии нарушают нормальное развитие энтомофага тем,чтоб теле
его хозяина вместо запасов жира в кишечном мешке концен-
трируются споры микроспоридий, как это было описано в вводной
части главы для Apanteles fumiferanae и Glypta fumiferanae
[302—304].
Микроспоридия Nosema murinanae Weiser, поражающая рас-
пространенную в Чехословакии Choristoneura murinanae Hilb.,
заражает также ее энтомофагов — Apanteles murinanae Cap. et
Zw., Apechtis resinator Th., Cephaloglypta murinanae Ban., Ito-
plectis maculator F. Помимо микроспоридий, размножению энто-
мофагов препятствуют также и другие болезни, в особенности
гранулез и полиэдроз.
Микроспоридиозы жуков. Поскольку известно всего 13 видов
микроспоридий, поражающих жуков, следует полагать, что эти
паразиты изучены очень недостаточно, и можно ожидать, что в
будущем будет выявлено много новых возбудителей микроспори-
диозов жуков соответственно большой численности видов данного
отряда. Несколько подробней изучены микроспоридии некоторых
вредителей кормовых, культур, а также микроспоридии короедов
и личинок хрущей. Для других групп жуков известны лишь слу-
чайные, подробно не изученные находки. Для вредителей кормо-
вых культур известны микроспоридии, поражающие преимущест-
венно жировое тело. К ним прежде всего следует отнести Nosema
503
phyllotretae Weiser, поражающую жировое тело блошки черной
(Phyllotreta atra Е.), но заражающую также и другие виды бло-
шек в том же биотопе (Phyllotreta undulata Kutsch. и др.).
Болезнь встречается очагами в личинках блошек. Степень ее
распространения обычно очень невелика; на 300 выловленных при
кошении сачком жуков приходилось не более одного больного
[332]. Другой недостаточно полно описанный вид микроспоридии
указывает Мартини [221] для блошки светлоногой (Phyllotreta
nemorum L.). Паразит поражает мальпигиевы сосуды, нервные
ганглии и гонады жуков и проникает в те же органы паразита
блошек Gelis sp. Распространению болезни способствует разнос
по растению спор микроспоридии с экскрементами насекомых, а
также перенос инфекции с яйцами блошек и их энтомофагов. Не-
смотря на это, болезнь встречается относительно редко.
В подобных же биотопах встречаются две микроспоридии дол-
гоносиков рода Otiorrhynchus. Первый — Nosema longifilum Hes-
se— поражает исключительно жировое тело, где образует шаро-
видные цисты, заполняющие всю полость тела и закрытые слоем
соединительных тканей. Хозяином этой микроспоридии является
долгоносик Otiorrhynchus fuscipes 01., распространенный во Фран-
ции. Второй вид N. otiorrhynchi Weiser поражает большого лю-
цернового долгоносика О. ligustici L. При анатомировании больных
жуков хорошо заметны белые пятнистые мальпигиевы сосу-
ды, в эпителии которых развиваются микроспоридии. Затем па-
разит переходит в жировое тело, а оттуда в другие ткани [327].
Яйцевидные споры паразита можно обнаружить между мышеч-
ных пучков и в нервных клетках. Паразит проникает также в го-
нады. Через слой соединительных тканей схизонты проникают и
в фолликулы яичников, сохраняясь в яйцах до полного их созре-
вания. С зараженными яйцами болезнь передается следующему
поколению [345]. Болезнь нарастает одновременно с ростом чис-
ленности долгоносика. В 1945—1950 гг., когда в Чехии и Мора-
вии наблюдалось массовое размножение долгоносиков на сахар-
ной свекле и люцерне, болезнью было поражено до 80% жуков;
после спада градации в 1950—1953 гг. вообще невозможно было
обнаружить жуков в сколько-либо значительных количествах.
В 1958—1960 гг. болезнь вновь проявилась, но в большинстве
случаев ею было поражено лишь 5—10% жуков. Помимо небла-
гоприятных погодных условий, массовое распространение микро-
споридиоза явилось единственной причиной, вызвавшей спад гра-
дации долгоносика в Чехии и Моравии. Было установлено, что
болезнь заметно снизила устойчивость жуков к действию инсек-
тицидов [284, 285].
В короедах встречается целый ряд интересных видов микроспо-
ридий. В старых очагах размножения короеда-типографа (Ips ty-
pography L.) иногда обнаруживают заболевание, вызываемое
Nosema typographi Weiser. Паразит поражает преимущественно
взрослых жуков, которые заражаются, по-видимому, в процессе
504
питания на загрязненной спорами коре или в старых ходах. Ин-
фекция локализируется в жировом теле жуков, где образуются
цисты, заполненные яйцевидными спорами. Единичные споры
можно обнаружить в плазме лимфоцитов, куда они попадают из
разрушенной паразитом ткани. В исследованных нами случаях
степень распространения болезни была невелика. В районе г. Гор-
шов Тына из 379 исследованных жуков только один был поражен
микроспоридией, в то же время в популяции короеда в районе
Елени было заражено до 10% жуков. Болезнь чаще встречается
среди колоний короедов, обитающих на ловчих деревьях, где раз-
вилось много поколений вредителя и новые ходы переплетаются
со старыми.
Таблица 18
Микроспоридии жуков
Микроспоридии Хозяин Автор Размеры, спор, мк Поражаемые органы
Nosema longifi- lum Otiorrhynchus fus- cipes Ol. Hesse, 1905 4-5X3 Жировое тело
Nosema otiorrhyn- chi Otiorrhynchus li- gustici L. Weiser, 1951 3.8-4X X1.-8-2 Мальпигиевы сосуды, жи- ровое тело, мышечные и нервные тка- ни, яичники
Nosema phyllotre- tae Nosema sp. Phyllotreta atra E. Phyllotreta nemo- rum L. Weiser, 1954 Martini, 1955 4—6X Х2-3 Жировое тело Мальпигиевы сосуды, нер- вы, яичники
Nosema hippoda- Hippodamia con- Lipa, Stein- 3,5—5,4Х Кишечник, жи-
miae vergens Guer. haus, 1959 X 2-2,7 ровое тело
Nosema whitei Tribolium castane- um Hbst. Weiser, 1953 4,5—5х Х2-2.5 Жировое тело
Nosema melolon- thae Melolontha melo- lontha L. (Krieg), 1955 4—4,5 X Х2,5—3 » »
Nosema typogra- phi Ips typographus L. Weiser, 1955 3,6—5,3х X 2-3,5 » »
NoSema curviden- tis Pityocteines curvi- dens Germ. Weiser, 1961 2,5—3,6Х X 1,5-2 » »
Plistophora scok- ti Scolytus scolytus L. Weiser 3X2 Кишечник
Nosema gibbsi Gonocephalum are- narium Fabr. (Gibbs), 1956 3-4x2 Жировое тело
Thelohania cepedei Omophlus brevi- collis Muis. Hesse. 1905 3-6Х X 2-2,5 Мальпигиевы сосуды
Plistophora dytisci Dytiscus margina- tus L. Georgevich, 1927 5,5x2,5- -3 Мальпигиевы сосуды
Еловый лубоед, Pityocteines curvidens Germ., поражается дру-
гим видом микроспоридии Nosema curvidentis Weiser. Размеры
этого паразита меньше предыдущего, поражает он также жиро-
вое тело, преимущественно взрослых жуков. Болезнь носит очаго-
505
вый характер, и в очагах степень ее развития обычно довольно
высока. Один из таких очагов обнаружен на старом ловчем де-
реве на окраине горного луга в районе Банской Штявницы, отку-
да и был получен материал для описания этой микроспоридии.
В то время как все исследованные личинки короеда в этом очаж-
ке были здоровыми, 70—80% взрослых жуков оказались зара-
женными микроспоридией.
От этих микроспоридий, которые распространяются в окру-
жающей среде лишь после гибели своего хозяина и разложения
содержимого его тела или же с экскрементами хищников, отли-
чается микроспоридия Plistophora scolyti Weiser, заражающая
кишечник короеда Scolytus scolytus L.
Пораженный кишечный эпителий короеда превращается в об-
щую белую массу панспоробластов. Первоначально микроспори-
дией поражаются лишь отдельные клетки эпителия, которые раз-
рываются, и из них панспоробласты и споры выходят в простран-
ство между перитрофической мембраной и эпителием.
При сильном развитии болезни повреждение большей части
кишечного эпителия делает невозможным всасывание пищи ки-
шечником. В связи с тем что бактериальная флора кишечника
короедов очень бедна, септицемия зараженных личинок наступает
поздно, и большинство их успевает окуклиться и передать инфек-
цию взрослым особям. Болезнь встречается очагами среди коло-
ний короедов на зараженных вязах, причем колонии короедов по
длине ствола дерева заражены неравномерно. Чем чаще в коло-
нии пересекаются ходы короедов, тем сильнее распространение
болезни.
Микроспоридии, поражающие личинок пластинчатоусых жу-
ков, характеризуются четким региональным распространением. Во
Дни
Рис. 63. Кривая смертно-
сти долгоносика Otior-
rhynchus ligustici от ми-
кроспоридии Nosema oti-
orrhynchi после переноса
насекомых в лаборато-
рию.
Франции, в долине Луары, относительно
часто встречается микроспоридия, которая
вызывает сильное поражение микроспори-
диозом личинок хрущей на определенных
полевых участках. Возбудитель болезни,
описанный Кригом [146], после последней
ревизии Хугера [112] получил название
Nosema melolonthae Krieg и отнесен к чис-
лу микроспоридий, поражающих жировое
тело личинок майского хруща Melolontha
melolontha L.
Болезнь проявляется у личинок в позд-
ний период их развития, когда жировое те-
ло под кожными покровами заполняется
спорами паразита и приобретает вид фар-
форово-белого образования. За несколько
недель до гибели личинки перестают пи-
таться, утрачивают подвижность, не реаги-
руют на внешние раздражения и стремятся
506
выбраться на поверхность почвы. Погибшие личинки буреют от
развивающейся в них септицемии. Все пораженные микроспориди-
ей особи в конечном итоге погибают от болезни.
Инфекция, проникшая в жировое тело, вызывает увеличение
числа клеток. Схизонты проникают в эти клетки, и они целиком
заполняются спорами. Пораженные клетки отделяются от ткани,
а после гибели хозяина часть жирового тела преобразуется в изо-
лированные шаровидные клетки, полные спор, симулирующие
панспоробласты микроспоридий рода Plistophora. Отличить эти
образования можно лишь на гистологических срезах, по наличию
одноядерных споробластов. В образующейся таким образом псев-
доцисте и в мазках хорошо заметно сохранившееся ядро зара-
женной клетки. Как указывает Хугер [112], к заболеванию вос-
приимчивы только личинки 1-го возраста, в то время как более
старшие очень редко заражаются через корм, смоченный суспен-
зией спор паразита. Интересно, что простое замачивание спор в
воде во многих случаях приводило к выбрасыванию из спор стре-
кательных нитей. Размер спор 4,5—7X2,5—3,4 мк. Длина стрека-
тельной нити 125—242 мк.
Остальные известные микроспоридии жуков не играют сущест-
венной роли в биоценозах. Только Nosema whitei Weiser имеет
значение как естественный регулятор численности жука Tribolium
castaneum Hbst. У этого вредителя запасов паразит развивается
в жировом теле личинок и жуков и существенно влияет на раз-
множение хозяина в складах зерна. Степень распространения бо-
лезни повышается с ростом личинок, которые в последнем возра-
сте бывают заражены на 95%. В связи с тем что в естественных
условиях личинки заражаются уже в начале своего развития, по-
едая жировое тело мертвых особей со спорами, распространение
болезни в популяции резко возрастает и большинство личинок
погибает в предпоследнем или последнем возрастах. В куколку
инфекция переходит лишь в том случае, когда личинка заражена
очень слабо; сильнозараженные личинки погибают до окуклива-
ния. По этой причине даже в сильнозараженных популяциях
взрослые жуки бывают заражены едва на 10—15%. Крамер[144]
изучал на этой модели процесс выхода зародыша через стрека-
тельную нить.
В связи с тем что искусственное заражение этой микроспори-
дией личинок 1-го возраста связано со значительными трудностя-
ми, заражать насекомых при их искусственном разведении сле-
дует следующим образом. В небольшие банки с личинками к му-
ке добавляют большое количество личинок или жуков, погибших
от этой болезни, или же заражают жуков, нанося на их ротовой
аппарат каплю густой суспензии спор с помощью стерильной
петли. Зараженных жуков переносят на фильтровальную бумагу
и держат на ней до высыхания нанесенной суспензии (чтобы му-
ка не залепила жукам ротовой аппарат) и переносят их в банку
с мукой. При относительно длительной жизни жуков (100—
507
400 дней) таким путем можно постепенно добиться сильного за-
ражения лабораторных партий разводимых насекомых. Дальней-
шее распространение инфекции среди содержащихся в сосуде на-
секомых приводит к массовому развитию болезни, и в конечном
итоге заражаются и погибают почти 100% особей, размножение
вредителя в таком сосуде возобновится лишь за счет 2—3 уце-
левших особей. Как показала работа Крамера, данный вид мик-
роспоридии очень удобный объект для лабораторных опытов.
Микроспоридиозы ручейников. Неорганические элементы чех-
ликов, свойственные многим личинкам ручейников, скрывают при-
знаки их заболевания микроспоридиозом, поэтому в настоящее
время эти болезни известны главным образом для видов ручей-
ников, не имеющих чехликов.
В жировом теле Plectrocnemia geniculata McLach. и Polycent-
ropus flavomaculaius Pict, обнаружены микроспоридии, пораже-
ние которыми внешне проявляется бросающимся в глаза фарфо-
рово-белым или розоватым жировым телом. Один из возбудителей
болезни, Thelohania plectrocnemiae Weiser, образует яйце-
видные уплощенные панспоробласты с 8 спорами, расположен-
ными в один слой друг возле друга. Яйцевидные споры размером
3,5—4X2 мк постоянно находятся в панспоробласте. Болезнь в
жировом теле хозяина развивается очень быстро. Очень молодые
личинки заражаются спорами, высвобождающимися из тела раз-
ложившихся мертвых особей, или же при поедании погибших от
болезни особей. Гибель пораженных ручейников происходит в кон-
це личиночной фазы. Панспоробласты этой микроспоридии не име-
ют слизистого чехла. Болезнь поражает до 15% личинок ручей-
ников.
Другая микроспоридия, Thelohania lairdi Weiser, поражает
жировое тело Polyceniropus flavomaculaius Pict., вызывает анало-
гичное его побеление и снижает подвижность зараженных личи-
нок так же, как и предыдущий вид. Данный паразит отличается
тем, что его панспоробласты шаровидны, диаметром 10—15 мк, с
широкояйцевидными спорами, размером 6—6,5X4 мк. Панспоро-
бласты и споры после недолгого пребывания в воде покрываются
толстым слоем слизи, которая способствует их всплыванию и пе-
реносу водой. Размер спор, покрытых слоем слизи, достигает
8X12 мк. Споры освобождаются из панспоробласта в результате
разбухания оболочки.
Микроспоридия Glugea trichopterae Weiser имеет споры раз-
мером 3,5—4x2 мк, клиновидно соединенные в двучленных пан-
споробластах. Паразит поражает жировое тело личинок Plectro-
cnemia geniculata и Polycentropus flavomaculaius. Наряду с нор-
мальными спорами имеются единичные макроспоры размером
6X3 мк. Стрекательная нить этой микроспоридии очень длинная,
достигает 200—340 мк. Болезнь отмечена у 7% личинок, живу-
щих под паутинными укрытиями под камнями в реке Дубравце.
Микроспоридиозы чешуекрылых. Болезни, вызываемые микро-
508
споридиями, встречаются у бабочек до-
вольно часто. Болезнь обычно оканчива-
ется гибелью зараженных особей, хотя
макроскопические признаки заражения
гусениц мало заметны. Наряду с болез-
нями, поражающими отдельные органы,
у насекомых имеются микроспоридии, вы-
зывающие общее заражение или пора-
жающие ткани, происходящие из одного
зачатка. Морфология спор довольно од-
нообразна, и поэтому определение видов
микроспоридий, поражающих бабочек,
довольно затруднительно. Методы опре-
деления основаны главным образом на
искусственном заражении видов хозяев,
в которых обнаружены микроспоридии
со спорами одинакового размера и фор-
мы. Здесь внимание уделено болезням
ряда групп бабочек, которые различают-
ся больше экологически, нежели таксо-
номически, и характеризуются тем, что
в них циркулируют определенные общие
Рис. 64. Кривая выживае-
мости спор микроспоридии
Thelohania hyphantriae,
Т. similis и Nosema lyman-
triae, хранившихся в воде
при разных температурах.
возбудители.
Пебрина тутового шелкопряда. Это наиболее давно известное
протозойное заболевание насекомых. Возбудитель болезни — No-
sema bombycis Nageli был описан задолго до того, как Пастер
приступил к изучению этой болезни. Осимо и Витадини в 1858 г.
установили трансовариальную передачу пебрины. Пастер разра-
ботал основные эпизоотологические правила целлюлярного гре-
нажа путем изоляции самок, откладывающих кладки яиц, с по-
следующим исследованием самок на наличие возбудителя пебри-
ны и выбраковки грены от зараженных особей.
Цикл развития N. bombycis очень несложен. Споры открыва-
ются в кишечнике гусениц, зародыши проникают в стенки кишеч-
ника и превращаются в сферические схизонты размером 0,5—
1 мк. Через 12—48 часов после введения спор в кишечнике гусе-
ниц можно обнаружить планонты, однако выбрасывание спорами
стрекательных нитей происходит немедленно после прохождения
спор вместе с пищей за передний отдел кишечника. Планонты, об-
наруживаемые в полости кишечника, происходят, по-видимому,
от спор, зародыши которых при выбрасывании стрекательной ни-
ти не попали непосредственно на эпителий кишечника. Схизонты,
попавшие в гемолимфу,— двуядерные. Током гемолимфы они раз-
носятся по всему телу гусеницы и проникают в ткани, где выра-
стают в шаровидные четырехядерные образования. После деле-
ния на одноядерные мерозоиты схизонты начинают делиться
дальше, и возникают лентовидные стадии развития длиной до
10 мк, содержащие более 8 ядер. На следующей стадии развития
509
Таблица 19
Микроспоридии чешуекрылых
Микроспоридии Хозяин Автор Размеры спор, мк Поражаемые органы
Nosema bombycis Bombyx mori L. NSgeli, 1857 3—4X X 1,5-2 Общее зараже- ние
Nosema vantllae Dione vanillae Lutz et Splendore, 1903 2.5-3.5X X0.8-2
Nosema dis heliothi- Heliothis armigera Hbn. Lutz et Splendore, 1903 2,5—5x X2-3,5 Кишечник
Nosema des perezioi- Agrotis segetum (Schiff) Huger, 1960 4,2x1,8 Кишечник, мальпигиевы сосуды, жи- ровое тело, мышцы
Nosema mesnili Pieris brassicae L. Paillot, 1918 3,5—4,4x X 1,5-2,5 Общее зараже- ние
Nosema brassicae Pieris brassicae L. (Paillot, 1918) 4—5 Кишечник, жи- ровое тело
Nosema aporivora Aporia crataegi L. Veber, 1957 4-5x2 Кишечник, жи- ровое тело, прядильные железы
Nosema erippi Danais erippus Lutz et Splendore, 1903 3-4x Xl-2
Nosema hydriae Hydria sp. Lutz et Splendore, 1904 3,5—5,5 x Xl-2
Nosema astyrae Brassolis astyra Lutz et Splendore, 1903 3,5—6x X2-3 Кишечник, жи- ровое тело
Nosema infesta Crambus bonifa- tellus (Hulst) Hall, 1952 4—8X X2-3 Жировое тело
Nosema destructor Gnorimoschema operculella (Zell.) Steinhaus et Hughes, 1949 3— -4.75X X2-3 Общее зараже- ние
Nosema cossi Cossus cossus L. Schwarz, 1929 2—3x X 1,5-2 Жировое тело
Nosema sesiae Parathrene taba- niformis Rott. Schwarz, 1929 3X2- —2,9
Nosema nonagriae Nonagria canae Ochsenh. Schwarz, 1929 4-5X2 Кишечник, жи- ровое тело, мышцы
Nosema canae Nonagria canae Ochsenh. Schwarz, 1929 3X1,5 Общее зараже- ние
Nosema cactobiasti Qadtoblastis cac- torum (Berg.) Fantham, 1939 4-5X1- —2,2
Nosema cactorum Cactoblastis cacto- rum (Berg.) Fantham, 1939 4,5—7,5x X2- 2,5 Общее зара- жение
Nosema lum nebulel- Homeosoma nebu- lelium Hiib. Weiser, 1961 4.7X5.7X X 3-3,1 Жировое тело
510
Продолжение
Микроспоридии Хозяин Автор Размеры спор, мк Поражаемые органы
Nosema tortricis Tortrix viridana L. Weiser, 1956 3—4x Жировое тело
Nosema cacoeciae Choristoneura mu- Weiser, 1956 X1.5 2-2,6x » »
Nosema murina- rinana (Hub.) Choristoneura mu- Weiser, 1956 Xl,6 5X2- » »
пае Nosema lyman- rinana (Hub.) Lymantria dispar Weiser, 1957 —2,5 5-6x2- Жировое тело,
triae L. -2,5 прядильные
Nosema serbica Lymantria dispar Weiser, 1961 5-6 x железы Общее зараже-
Nosema musctila- L. Lymantria dispar ' Weiser, 1957 X2.5 4,8—6 X ние Кишечник,
ris L. X3-4 мальпигиевы
Nosema zwoelferi Eriogaster lanest- Weiser, 1957 4—4,9 X сосуды, гипо- дерма Кишечник
Nosema lotmaris ris L. Tineola biselliella Weiser, 1961 X2-2,5 3,5—4 X Общее зараже-
Nosema junonis L. Dione juno Lutz et X L5-2 3,5—8x ние, кроме кишечника
Nosema laphyg- Laphygma frugi- Splendore, 1903 Weiser, 1959 Xl-2 3,9—5x Жировое тело
mae Nosema crataega- perda S. et A. Cacoecia crataega- Weiser, 1961 X 1,5-2 4,5—5,3X » »
пае na Hbn. X 2,8—3 Общее зараже-
Nosema pyraustae Pyrausta nubilalis (Paillot), 3.5-6X ние, кроме
Hbn. 1928 X 1,8-3 кишечника и
Nosema carpocap- Carpocapsa porno- Paillot, 1939 4x2 мышц Общее зараже-
sae Nosema cerasivo- nella L. Archips cerasivo- Thomson, 3-4,6 X ние Мальпигиевы
ranae rana Fitch. 1960 X 1,4-2,2 сосуды, пря-
Nosema coliadis Colias lesbia F. Jauch et 4,2-5,6 дильные же- лезы Кишечник
Nosema phrygani- Phryganidia cali- Jauch,1948 Lipa et 3,4—5,9x Общее зараже-
diae fornica Pack. Martign, X 1,9—2,7 ние
Glugea fumifera- Choristoneura fu- 1960 Thomson, 3-5x5 Общее зараже-
пае miferana (Clem.) 1955 ние
Gurleya secalisae Trachea secalis G. Thomson, 3,5X2 Кишечник
Thelohania mesnili Pieris brassicae L. 1955 Paillot, 1924 3-4,5X Жировое тело
Thelohania vanes- Vanessa urticae L. Chorine, 1930 X 1,5—2 4,2-6 X Соединитель-
sae Thelohania cheima- Operophthera bru- Krieg, 1956 X3—4 5-5,7 X ные ткани, лимфоциты Жировое тело
iobiae Thelohania hy- phantriae mata L. Hyphantria cunea Drury Weiser, 1953 X 2,5—3,2 4-5X2 » »
511
Продолжение
Микроспоридии Хозяин Автор Размеры спор, мк Поражаемые органы
Thelohania similis Euproctis chrysor- rhoea L. Weiser, 1957 5-6,2 X X 2-2,5 Жировое тело
Thelohania disparis Lymantria dispar L. Timofejeva, 1956 4,5—5,5 X X 2,4—3 » »
Thelohania erio- gastri Eriogaster lanest- ris L. Weiser, 1957 4,5X2 Соединитель- ные ткани
Thelohania weiseri Tortrix viridana L. Gunther, 1960 4,5-6 X X2—2,5 Жировое тело
Stempellia legeri Clysia ambiguella Hbn. (Paillot) 1941 2X1 Кишечник
Plistophora cali- fornica Gnorimoschema opcrculella Zell. Steinhaus et Hughes, 1949 2X1 Мальпигиевы сосуды, жи- ровое тело, яичники
Plistophora neust- riae Malacosoma neust- rium L. Gunther, 1958 3X2 Кишечник, жи- ровое тело
Plistophora schu- bergi Lymantria dispar L. ZwOlfer, 1927 2,5X1,5 Кишечник
Octosporea ephes- tiae Ephestia kuehniel- la Zell. Mattes, 1928 4—4,7 X Xl—1,7 Жировое тело
Octosporea virida- nae Tortrix viridana L. Weiser, 1956 6,5—8X X1.7-2 » »
ядра сближаются попарно и образуются диплокарионы и авто-
гаметы. После слияния ядер соединенное ядро делится и обра-
зуются 2 споронта, которые развиваются в отдельные споробла-
сты со спорами. Их размеры 3—4X1,5—2мк. Длина стрекательной
нити более 100 мк. Нить выбрасывается из споры под дей-
ствием желудочного сока в кишечнике, при попадании спор в во-
ду, при надавливании па спору покровным стеклом, в растворе
Люгола, в перекиси водорода или в слабых кислотах.
При массовом заражении пебриной шелковичных червей в вы-
кормках на гусеницах появляются внешние симптомы — бурые
пятнышки на кожном покрове в виде зернышек черного перца,
откуда и произошло название болезни — пебрина —«перечность»
или гаттина —«пятнистость». По данным некоторых авторов, та-
кие бурые пятнышки под кожным покровом — это группы спор
микроспоридий в виде чечевицевидных скоплений, атретизированных
компенсаторными клетками, которые удаляются вместе со шкур-
кой при линьках гусениц. Искусственное заражение гусениц в ла-
боратории не вызывало появления темных пятен почти до момента
гибели гусениц, что свидетельствует об отсутствии связи ме-
жду появлением пятен и пебриной. Пятна сопутствуют этой бо-
лезни лишь при заболевании некоторых рас шелковичного чер-
вя, культивируемых во Франции. Зараженные гусеницы не имеют
особых внешних симптомов болезни, однако в выкормке они раз-
виваются неравномерно, больные отстают в росте, обычно не оку-
512
кливаются или же образуют небольшой кокон, волокно которого
легко рвется.
Паразит поражает все органы тела гусеницы. Схизонты из ки-
шечника проникают в мышечную ткань (па второй день), затем
в жировое тело (на третий день), в шелкоотделптельные железы и
мальпигиевы сосуды. Паразит проникает также в трахейные мат-
рицы и подкожную соединительную ткань. Во многих случаях
клетки соединительных тканей, находящиеся между пучками мы-
шечных волокон, являются местом, откуда паразит проникает и
в мышцы. В конечном итоге микроспоридии через соединительную
ткань проникают в яичники взрослых самок и оседают в питаю-
щих клетках фолликул. В процессе развития яиц в них перехо-
дит схизонт, оседая в желтке яйца. При прогрессирующей форме
болезни схизонты разрушают питающие клетки и фолликулы,
прежде чем яйцо покроется хроматином, зачатки которого деге-
нерируют и атретизируются. Цикл развития паразита от зара-
жения гусеницы до образования первых спор длится при комнат-
ной температуре 7—8 дней. Споры и схизонты фагоцитируются
лимфоцитами, однако схизонты в фагоцитах нормально развива-
ются до образования спор. На скорость развития болезни боль-
шое влияние оказывают размеры тела хозяина и соотношение
величины поражаемых органов к дозе инфекции. При даче гусе-
нице 2000 спор новые споры были обнаружены в яичнике через
6 дней, в то время как при дозе 50 000 спор этот срок сократился
до 48 часов [ИЗ]. Развитие и скорость размножения возбудителя
пебрины зависит от вида и расы хозяина и стадии его развития
[316].
О мерах борьбы с пебриной говорилось в вводной части главы.
N. bombycis, повсеместно сопутствующая тутовому шелкопряду
в Европе, не является для этого материка туземным организмом
и поэтому не заражет эндемические, европейские виды насеко-
мых в природных условиях. Многие данные и сообщения о на-
хождении этого паразита в природных условиях [216] недостаточ-
но обоснованны и не подтверждены искусственным заражением
гусениц тутового шелкопряда, а также гистологическими иссле-
дованиями. Вместе с тем экспериментально при искусственном
скармливании спор достигалось заражение гусениц Arctia caja
[296], Margaronia pyloalis и Chilo simplex, [248], американской
белой бабочки [317] и кольчатого шелкопряда [316]. Невоспри-
имчивыми оказались гусеницы непарного шелкопряда [316] и Ti-
neola biselliella L. Восприимчивость к болезни различных рас ту-
тового шелкопряда неодинакова. Наименее восприимчивы к пе-
брине поливольтинные и «дикие» расы шелкопряда. N. bombycis
неинфёкционна для Antherea pernyi Guerin и Platysamia cecro-
pia L. Остальные виды шелкопрядов, используемых для промыш-
ленного получения шелка, поражаются двумя микроспоридиями,
которые затрудняют разведение этих шелкопрядов. Наиболее
опасна для китайского дубового шелкопряда (Antherea pernyi)
33 Я- Вейзер
513
кишечная микроспоридия, очень близкая к Plistophora schubergi,
которую Вебер [317] описал как Plistophora balbiani. Паразит
образует широкояйцевидные споры размером 3X2 мк, которые в
массе заполняют 'клетки кишечного эпителия. Шаровидные панс-
поробласты, содержащие более 50 спор, вскоре после отделения
распадаются, и масса спор вытекает из эпителиальных клеток в
полость кишечника гусениц. Другие ткани не поражаются. При
позднем заражении гусениц инфекция переходит и в бабочек,
становящихся источником инфекции для следующего поколения,
так как откладываемые больными самками яйца загрязняются
спорами, находящимися в экскрементах, и отрождающиеся из яиц
гусеницы, прогрызая оболочку яйца, заражаются микроспориди-
ей. Споры Р. balbiani менее устойчивы, чем N. bombycis; в воде
в холодильнике они сохраняют жизнеспособность не более 10 ме-
сяцев.
На Украине болезнь обычна во всех выкормках китайского
дубового шелкопряда. Для искоренения болезни необходимо про-
водить очень тщательную выбраковку грены от больных самок,
хотя трансовариалыю болезнь и не передается. Пары бабочек для
спаривания и откладки яиц помещают в бумажные пакеты, сло-
женные в форме тетраэдра. После откладки яиц самку и самца
необходимо исследовать под микроскопом на наличие спор и для
дальнейшего размножения использовать только яйца от здоровых
пар. N. balbiani европейского происхождения; по-видимому, это
штамм Plistophora schubergi.
В связи с этим возбудитель может сохраняться в некоторых
вредителях дуба, например в непарном шелкопряде, и может
быть занесен из природы в выкормки китайского дубового шел-
копряда.
Микроспоридиозы диких шелкопрядов и некоторых других
бабочек. К этой группе болезней отнесены микроспоридиозы круп-
ных гусениц, живущих колониями: непарного шелкопряда, мона-
шенки, ивовой волнянки и златогузки. В прежние годы массовых
размножений этих вредителей, когда их не подавляли примене-
нием инсектицидов, изучению роли микроспоридий не уделялось до-
статочного внимания, поэтому имеющиеся в литературе данные
о вызываемых ими болезнях относятся лишь к последнему време-
ни. Микроспоридиозы сопутствуют градациям названных вреди-
телей и вызывают спад или ему способствуют. Возбудители ми-
кроспор идиозов, во многих 'случаях отличающиеся морфологичес-
ки, имеют несколько общих хозяев из числа указанных выше;
возможность некоторых перекрестных заражений показана в
таблице 20.
Nosema serbica Weiser является очень интересным видом из
этой группы микроспоридий. Ее удлиненнояйцевидные споры раз-
мером 5—6X2,5 мк можно обнаружить в различных органах те-
ла непарного шелкопряда. Прежде всего поражаются слюнные
железы и кишечный эпителий, откуда инфекция переходит в жи-
514
Таблица 20
Lymantria d I spar Lymantria monal ch a Leucoma sallcls E up r oct Is chrysorrhoea Hyphantria cunea
Nosema serbica + - +
Nosema lymantriae + + — + —
Nosema muscularis + - — + +
Thelohania similis + - + + —
Plistophora schubergi + ‘— -I- -Г. +
ровое тело, где паразит интенсивно размножается. В процессе
дальнейшего развития возбудитель проникает в соединительную
ткань, гиподерму, оболочку ганглиев и наконец в яичники самок.
Размножаясь в фолликулах и яйцах, где он остается в стадии
схизонтов или спор, паразит заражает гусеницу после ее отрож-
дения из яйца. Споры микроспоридии выделяются со слюной из
слюнных желев и с экскрементами из кишечника, и этим путем
паразит обычно распространяется в популяции вредителя.
N. serbica встречается в популяциях непарного шелкопряда на
побережье Крыма, на юге Украины, в Болгарии и Румынии, а
также в Югославии. В кладках яиц из разных мест этой зоны
(из Крыма и Югославии) число зараженных яиц составляло от
3 до 80%. В центральной, западной и северной Европе, так же
как и в Северной Америке, эта болезнь отсутствует. Чугунин ис-
пользовал эту микроспоридию (как это выяснилось позднее при
идентификации его материала) для борьбы с непарным шелко-
прядом в смеси с бактериями и полиэдренным вирусом. Для по-
лучения инфекционного материала названный автор собирал боль-
ных гусениц, растирал их в небольшом количестве воды, проце-
живал для отделения крупных частиц и в виде водной суспензии
применял для авиаопрыскивания зараженных шелкопрядом мест-
ностей. В результате такой обработки, проведенной в районе
Херсона, численность гусениц шелкопряда снизилась на 70%' и
была подавлена вспышка массового размножения вредителя.
Эта микроспоридия всегда сопутствует, а иногда и является фак-
тором, вызывающим перелом в градациях непарного шелкопря-
да. Она поражает также кольчатого шелкопряда и златогузку.
В Средней Европе распространена очень похожая по размеру
спор на предыдущий вид микроспоридия Nosema lymantriae Wei-
ser. Споры этого паразита также длиной 5—6 мк и шириной
2,5 мк, однако их форма не удлиненнояйцевидная, а веретено-
видная с тупозакругленными концами. Они отличаются и мень-
шей устойчивостью при хранении. Паразит поражает главным
33*
515
образом прядильные железы и жировое тело гусениц. Встречает-
ся в гусеницах непарного шелкопряда совместно с N. muscularis,
от которой его можно отделить искусственным заражение^ гусе-
ниц американской белой бабочки, поскольку данный вид ее не
заражает. Для выделения чистой культуры N. lymantriae из силь-
нозараженной гусеницы при вскрытии отделяют периферийные ча-
стицы жирового тела без трахей и остатков гиподермы и скарм-
ливают этот материал гусеницам непарного шелкопряда. Эта
микроспоридия часто встречается вместе с полиэдренным вирусом,
и вызываемые им разжижение тканей и вытекание жидкости из
тела погибших гусениц очень способствуют распространению ин-
фекции. Споры микроспоридии выделяются также прядильными
железами, при отрыгивании загрязняются листья в местах их объ-
едания больными гусеницами. Инфекция распространяется так-
же спорами, выводимыми с экскрементами зараженных гусениц.
N. muscularis Weiser после заражения проникает в мышечную
ткань кишечника, в подкожную соединительную ткань и в мат-
рицу трахей непарного шелкопряда. В мышечных волокнах обра-
зуются сферические вакуоли, в которых размножается паразит,
постепенно заполняющий как поперечные, так и продольные слои
мышц кишечника. Если заражение предыдущим видом микроспо-
ридии не вызывает особо заметных изменений в поведении гусе-
ниц, то их поражение этим паразитом приводит к нарушению
функций кишечника, главным образом перистальтики. Гусеницы
судорожно изгибаются и даже в спокойном состоянии остаются
изогнутыми, а с развитием болезни перестают питаться, погиба-
ют и ссыхаются. Гусеницы могут погибать во всех возрастах, че-
рез 2—4 педели после заражения, в зависимости от дозы инфек-
ции. Погибшие гусеницы имеют вид неукороченных, тонких, вы-
сохших мумий.
Plistophora schubergi Zwolfer — хорошо известный вид из этой
группы микроспоридий. Это один из первых видов, испытанных
Цвельфером [364] для искусственного заражения в лабораторных
условиях и для опытов в борьбе с непарным шелкопрядом. Цвель-
фер обнаружил, что у зараженных насекомых кишечник стано-
вится фарфорово-белым, вспухшим и набитым спорами паразита.
Развитие болезни вскоре после заражения характеризуется об-
разованием хорошо заметных, по форме легко отличимых много-
ядерных плазмодиев и панспоробластов в форме ягод шелкови-
цы, в которых формируются споры паразита. С развитием болез-
ни микроспоридии проникают в кишечник и переполняют клетки
эпителия в такой мере, что стенки панспоробластов под давлени-
ем массы спор разрываются, и клетки заполняются сплошной
массой, в которой лишь в менее зараженных участках можно
отличить шаровидные панспоробласты. Кишечник гусениц непар-
ного шелкопряда, зараженных этим паразитом, к концу развития
болезни превращается в сплошную массу спор. Пищевых масс
в кишечнике нет, так как он не в состоянии их перерабатывать, а
516
выводимые экскременты представляют плазматический экссудат,
наполненный спорами. Цвельферу удалось заражать этой микро-
споридией гусениц златогузки и кольчатого шелкопряда.
Гюнтер [96] наблюдал за развитием болезни при массовом
размножении златогузки в Саксонии и установил, что частота
встречаемости болезни нарастала вместе с ростом градации. Так,
если в 1953 г. из 63 исследованных гнезд с гусеницами злато-
гузки болезнь была отмечена лишь в 6 гнездах (10%), в сле-
дующем, 1954 г. из 138 исследованных гнезд болезнь была заре-
гистрирована в. 33 гнездах (25%), а в местностях, где градация
пошла на убыль, из 16 гнезд инфекцию обнаружили в 11 гнездах
(69%). Споры микроспоридий выделялись с экскрементами гу-
сениц уже на восьмой день, а в кишечнике они обнаруживались
через 5—6 дней после заражения. По наличию спор в экскремен-
тах можно диагностировать болезнь и у живых гусениц.
Как уже упоминалось, распространение этой микроспоридии
происходит как с кормом, загрязненным экскрементами со спо-
рами, так и в результате загрязнения спорами поверхности яиц.
При-позднем заражении гусениц инфекция сохраняется в них до
окукливания и переходит в бабочек. В большом количестве микро-
споридии содержатся в меконие куколки, откуда инфекция при
выходе бабочки, по-видимому, попадает па поверхность послед-
них сегментов брюшка и при откладке яиц загрязняет их по-
верхность.
Микроспоридия Р. schubergi поражает только эпителий ки-
шечника своих хозяев. По общему проявлению эта болезнь на-
столько типична, что, по нашему мнению, аналогичные микроспо-
ридии из других хозяев должны быть идентичными данному
виду.
Идентификацию паразита затрудняет то, что разные виды хо-
зяев не в равной мере восприимчивы к болезни. Помимо Р. schu-
bergi Zwolfer, к этому роду микроспоридий отнесены описанные
позднее Р. aporiae Veber, Р. pandemis Veber, Р. balbiani Veber.
Вейзером P. schubergi обнаружена в американской белой ба-
бочке. Рядом авторов проводились перекрестные заражения этим
видом разных хозяев, однако отсутствие единой методики не по-
зволяет дать окончательную оценку полученным данным. В таб-
лице 18 приведены результаты некоторых перекрестных зара-
жений.
Из таблицы прежде всего видно, что было проведено мало
перекрестных заражений, а также видна некоторая специализа-
ция паразитов к определенным видам хозяев. Штамм, выделенный
нами из американской белой бабочки, вначале был вирулентен
для 4 хозяев, но позднее уже не удавалось заразить им гусениц
китайского дубового и непарного шелкопрядов, в то время как
гусеницы златогузки заражались регулярно. Аналогичное сниже-
ние патогенности паразитов наблюдалось для гусениц боярыш-
ницы.
517
Таблица 21
Восприимчивость разных видов насекомых к заболеванию, вызываемому
микроспоридиями из группы:
Plistophora schubergi Plistophora aporlae Plistophora pandemis Plistophora ex Hyphantria Plistophora balblanl
Lymantria dispar + + — + —
Euproctis chrysorrhoea + + + + +
Pandemis corylana 0 0 + 0 0
Aporia crataegi 0 -Г 0 0 0
Hyphantria cunea 0 0 0 f- +
Antherea pernyi 0 0 0 + +
Malacosoma neustrium — 0 0 — 0
Phalera bucephala + — 0 0 —
Примечание. Знаком + обозначено успешное заражение; знаком — не-
восприимчивость к заражению. Знак 0 означает, что заражение не пытались
провести.
Приведенные данные позволили сделать вывод, что указанные
выше микроспоридии представляют единый комплекс Plistophora
schubergi, который, подвергаясь отбору на определенном хозяи-
не, утрачивает инфекционность для других хозяев [351]. Опреде-
ленной сменой хозяев у этих микроспоридий можно получить пу-
тем отбора нужный штамм, который будет непатогенным для
исходного хозяина. Такой отбор затрудняется тем, что эффектив-
ность биоматериала, собранного летом, невозможно с достовер-
ностью оценивать на весенних видах бабочек.
Гюнтер [96] указывает, что при заражении гусениц Phalera
bucephala микроспоридией из златогузки споры, образовавшие-
ся в новом хозяине, были короче, чем в исходном, их средний
размер был 2X1,6 мк против 2,5—1,4 мк у спор из златогузки.
Однако, если суммировать длину и ширину 15 спор из гусениц
златогузки и Р. bucephala, получим соответственно показатели
56,5 мк и 53,3 мк, т. е. такая незначительная разница может быть
объяснена различиями осмотического давления тканей обоих хо-
зяев или различиями условий, в которых измеряли споры.
Восприимчивость разных видов хозяев к Р. schubergi способ-
ствует сохранению инфекции в природе. В период массового раз-
множения одного из хозяев паразит из латентных очагов размно-
жается в массе на этом хозяине и распространяется по всей тер-
ритории, охваченной градацией, а после ее спада инфекция вновь
сохраняется в небольших очагах на других хозяевах.
518
Рис. 65. Смертность гусениц златогузки (слева) и кольчатого шелко-
пряда (справа) после заражения спорами Thelohania hyphantriae.
I—4 — возраст гусениц.
Микроспоридиозы вредителей плодовых культур. Микроспори-
дии этой группы связаны с предшествующей некоторыми общими
хозяевами. К обычным видам относятся Thelohania hyphantriae,
Т. similis, Т. eriogastri, Plistophora neustriae и Nosema zwoelferi.
Thelohania hyphantriae Weiser поражает жировое тело гусе-
ниц американской белой бабочки, кольчатого шелкопряда и зла-
тогузки. Вызываемая этим паразитом болезнь двух последних
видов насекомых в Европе носит эпидемический характер. На аме-
риканскую бабочку паразит перешел после ее проникновения в
Европу. Болезнь сопутствует массовому размножению златогуз-
ки в центральной Словакии и интенсивно проявляется в период
спада массового размножения этого вредителя. Паразит разви-
вается только в жировом теле гусениц и высвобождается из их
тел лишь после гибели хозяина. Продолжительность периода от
заражения до гибели насекомых зависит от дозы введенных в гу-
сеницу спор. Обычно гибель наступает перед окукливанием. Ин-
фекция распространяется также хищными насекомыми, в экскре-
ментах которых обнаруживали вполне вирулентные споры этого
паразита [341]. Такими разносчиками инфекции бывают жуки
(Xylodrepa quadripunctata, Calosoma sycopnanta), муравьи (For-
mica rufa L.) или личинки клопов. Инфекция сохраняется в зи-
мующих гусеницах златогузки, заражающих гусениц 1-го возра-
ста, питающихся листьями, загрязненными спорами. У зимовавших
гусениц болезнь интенсивно проявляется лишь весной, ког-
да и происходит их гибель. Панспоробласты у этой микроспори-
дии распадаются довольно быстро, и поэтому их очень мало об-
наруживают в мазках. Помимо нормальных спор, паразит обра-
зует большое количество тератоспор удвоенного объема, но без
стрекательной нити.
519
Рис. 66. Развитие болезней гусениц
непарного шелкопряда при зара-
жении:
А — Nose tn a lymantriae; Б — Nosema mus-
cularis.
В гусеницах златогузки раз-
ливается еще один вид микро-
споридии Thelohania similis Wei-
ser, также поражающей жировое
тело и образующей широко-
яйцевидные споры, располо-
женные в панспоробластах пра-
вильной формы. Паразит разви-
вается и в гусеницах ивовой
волнянки (Leucoma salicis). Эта
микроспоридия может быть ис-
пользована как вспомогатель-
ный фактор при заражении гу-
сениц златогузки спорами Nose-
ma lymantriae. Суспензия спор
N. lymantriae не заражает гу-
сениц златогузки, но смесь спор
N. lymantriae и Т. similis регулярно обеспечивает заражение.
Паразит не заражает гусениц кольчатого шелкопряда. В ГДР
на этом вредителе паразитирует другая микроспоридия, Plisto-
phora neustrium Gunther, поражающая жировое тело гусениц.
В гусеницах шелкопряда Eriogaster lanestris L. встречаются
две микроспоридии. Первая Thelohania eriogastri Weiser вызыва-
ет малозаметное заболевание, однако гусеницы в колониях этого
шелкопряда начинают постепенно погибать, трупы их высыхают и
остаются на растениях. В мазках из больных гусениц можно об-
наружить единичные микроспоридии, и лишь при тщательном ана-
томировании можно установить наличие болезни, проявляющей-
ся в малозаметной форме в топком слое гиподермы. Другие ор-
ганы паразит не поражает. Больные гусеницы гибнут и высыхают,
хотя пораженные микроспоридией ткани не связаны непосредствен-
но с существенно жизненными процессами. Второй вид Nosema
zwoelferi Weiser — паразит кишечного эпителия гусениц шелко-
пряда Е. lanestris. В цитоплазм^ клеток эпителия схизонты и
споры расположены длинными рядами, параллельно каналу ки-
шечника, как указывалось ранее для N. apis. Пораженные эпи-
телиальные клетки лопаются, и споры выходят наружу с экскре-
ментами.
Болезнь развивается относительно медленно и не вызывает
сильных повреждений кишечного эпителия. Уничтоженные клетки
возмещаются за счет регенерации новых.
Боярышница, хотя и относится к числу вредителей плодовых
культур, одновременно является связующим звеном с родом бе-
лянок (Pieris), болезни которых составляют особую самостоя-
тельную группу. Гусеницы боярышницы поражаются двумя ви-
дами микроспоридий различного происхождения.
Plistophora aporiae Veber — вид, связанный с видом Р. schu-
bergi, развивающимся на шелкопрядах, представляет штамм, хо-
520
рошо приспособленный к боярышнице. Интересно, что этот паразит
не заражает капустную и репную белянок и в них не встре-
чается, по-видимому, потому, что перенос микроспоридий с боя-
рышницы на капустную белянку обычно осуществляется наездни-
ками Apanteles. В данном случае эти перепончатокрылые не мо-
гут при уколах яйцекладом заразить гусениц спорами Р. aporiae,
так как они развиваются в кишечнике гусениц.
Второй вид микроспоридии, поражающий боярышницу,— No-
sema aporivora Veber (N. aporiae Lipa), морфологически очень
близок к виду N. brassicae Paillot, паразитирующему на капуст-
ной белянке. О близости этих видов свидетельствует также то,
что Гостунский перенес N. mesnili Paillot с капустной белянки на
боярышницу. Однако родство этих видов можно будет доказать
лишь на материале, который полностью соответствовал бы опи-
санию Вебера.
В капустной и репной белянках встречаются микросйоридии,
которые первоначально были описаны Пейо [255, 258] под назва-
нием Perezia mesnili и Р. legeri, а позднее Блунком [20] как Pli-
stophora polyvora. Проверкой, которую провел Гостунский на
обширном материале с применением искусственного заражения, ус-
тановлено, что это единый вид — Nosema mesnili Paillot, имею-
щий споры длиной 3,5—4,5 мк и шириной до 2,5 мк. Эта микро-
споридия в теле гусеницы поражает практически все органы в
определенной последовательности. В связи с этим следует пола-
гать, что при передаче инфекции уколами яйцеклада наездника
Apanteles glomeratus L. (или другим перепончатокрылым энто-
мофагом) или при пероральном заражении разовьются два типа
заболевания, которые соответствуют двум видам микроспоридий,
описанных Пейо. После укола яйцекладом паразит в теле гусе-
ницы интенсивно размножается в гиподерме, жировом теле и в
мышечной, ткани; в мальпигиевых сосудах, и в кишечнике бо-
лезнь развивается очень слабо, а в прядильных железах паразит
бывает исключительно редко. При пероральном заражении гу-
сениц, наоборот, болезнь в первую очередь проявляется в пря-
дильных железах, в кишечнике и мальпигиевых сосудах, в то вре-
мя как гиподерма поражена очень слабо. В процессе развития
болезни обе формы ее проявления постепенно сближаются и в
бабочках уже неотличимы. -N. mesnili вызывает в тканях гусениц
большие повреждения, разрушает весь эпителий кишечника. Маль-
пигиевы сосуды превращаются в массу спор, имеющую только
внешне контуры трубок; также сильно повреждается и жировое
тело. Яичники повреждаются реже. Заражение яичников возмож-
но в случае, если болезнь развивается в гусенице относительно
умеренно и гусеница способна окукливаться, и в то же время
заражение должно быть достаточно сильным, чтобы инфекция
проникла через все ткани до овариол. В фолликулах яичников
оседают схизонты, которые в процессе развития яйца постепен-
но размножаются и заражают отрождающуюся гусеницу. Среди
521
зараженных таким путем гусениц наблюдается довольно высокая
смертность в первых трех возрастах. Заражение гусениц старших
возрастов приводит к медленному течению болезни. Активное на-
несение спор паразита на кормовые растения вызывает септице-
мию гусениц младших возрастов. Перорально удавалось зара-
жение микроспоридией N. mesnili гусениц капустной и репной бе-
лянок, а также боярышницы- На всех хозяевах симптомы болез-
ни одинаковы.
Все виды энтомофагов из перепончатокрылых, поражающие
белянку, способны быть переносчиками этой микроспоридии, спо-
ры которой загрязняют поверхность яйцеклада или же сохраня-
ются между его створками. Установлено, что микроспоридия мо-
жет паразитировать в некоторых видах таких энтомофагов и в
подобных случаях инфекция может передаваться через заражен-
ные яйца энтомофагов. В частности, по мнению Влунка [20], ин-
фекция через яйцо передается Apanteles glomeratus L., Heiniteles
fulvipes Grav., Gelis sp., Tetrastichus rapo Walk, и др.
Танада [300] доказал возможность развития N. mesnili в на-
ездниках A. glomeratus, которые заражались микроспоридией от
гусениц репной белянки. Гостунский установил, что N. mesnili
поражает в наезднике A. glomeratus те же органы, что и в ка-
пустной белянке, и что инфекция часто передается через яйца на-
ездника, так как у 57% зараженных микроспоридией самок наезд-
ника инфекцию обнаружили и в яичниках. Наличие микроспо-
ридий отмечено также в Anilastus ebeninus, который переносит
этого паразита так же, как и Apanteles.
Степень распространения болезни в природных популяциях бе-
лянки довольно высока. В разных областях Чехословакии зара-
жение гусениц составляло в среднем от 60 до 80%. Распростра-
нение болезни среди гусениц, обитающих в одной местности, бо-
лее равномерное, однако процент больных особей среди гусениц,
обитающих в удаленных друг от друга местностях, может зна-
чительно колебаться. Инфекция, развившаяся в гусеницах ка-
пустной белянки, переносится и на гусениц репной белянки, жи-
вущих в той же местности. В популяциях боярышницы вблизи от
огородов, где имеются зараженные гусеницы капустной белянки,
этот микроспоридиоз распространен значительно шире, чем в от-
даленных, изолированных популяциях боярышницы.
Помимо N. mesnili, капустную белянку заражает также The-
lohania mesnili Paillot. Эта микроспоридия поражает только жи-
ровое тело гусениц и не проникает в другие органы. В белых
цистах расположены яйцевидные споры размером 3—4X2 мк.
В Чехословакии эта болезнь не обнаружена. Представляет ин-
терес, что на видах белянок в Азии и Америке, помимо N. mes-
nili, которая имеется и на репной белянке, паразитируют другие
свойственные им микроспоридии. Так, Холл [101] выделил из
Crambus bonifatellus микроспоридию Nosema infesta, патогенную
также для репной белянки и люцерновой желтушки. От микро-
522
споридий, поражающих белянку в Европе, этот вид отличается
своими крупными спорами (5—8X2—3 мк). О локализации пара-
зита в теле гусеницы данных недостаточно, известно лишь, что в
основном поражается жировое тело. Nosema coliadis Jauch et
Jauch известна как паразит белянки Colias lesbia, поражающий
кишечный эпителий гусениц. Гусениц бабочек сем. Pierididae за-
ражает микроспоридия Nosema destructor Steinhaus et Hughes
аналог N. mesnili в США. Штейнхаус заражал этой микроспо-
ридией гусениц репной белянки и люцерновой желтушки. Специ-
фичность этой микроспоридии для белянок в природных условиях
не изучена.
Микроспоридии, поражающие молей, листоверток и плодо-
жорок, имеют сходные черты благодаря тому, что их хозяева ве-
дут скрытный образ жизни, изолированы от окружающей среды в
живой ткани их кормовых растений или в свернутых листьях, и
поэтому лишь в редких случаях происходит заражение гусениц
друг от друга содержащим паразита кормом. Распространение
таких инфекций происходит различными путями: трансовариаль-
но, спорами на листьях, на коре деревьев или на поверхности
яиц и в неменьшей мере через уколы яйцекладом энтомофагов
и хоботков хищных клопов и через их экскременты, содержащие
споры.
Наиболее интересный вид из этой группы — это, по-видимому,
Nosema destructor Steinhaus et Hughes. Этот паразит оказался
крайне опасным при лабораторном массовом разведении карто-
фельной моли в США как хозяина для наездника Macrocentrus
ancylivorus Rob., используемого в борьбе с восточной плодожор-
кой Grapholitha molesta. Болезнь вызывала резкое снижение, вы-
хода энтомофага, так как большое количество гусениц карто-
фельной моли погибало до того, как в них заканчивалось разви-
тие наездника. Так же как и в гусеницах белянки, микроспоридии
проникали в прядильные железы, в кишечник и жировое тело гу-
сениц и в яичники и фолликулы взрослых самок моли. Более
подробных сведений не приведено, но, по всей вероятности, бо-
лезнь развивалась так же, как и при заражении N. mesnili.
Личинки наездника М. ancylivorus заражаются в теле хозяи-
на, часть личинок погибает, а остальные окукливаются. Вылетаю-
щие из гусениц наездники содержат микроспоридий в различных
органах, в том числе и в яичниках, и откладывают зараженные
яйца, причем плодовитость больных самок значительно снижа-
ется. Продуктивность зараженных партий разводимых гусениц
моли по выходу энтомофагов уменьшалась в 2 раза, хотя полной
гибели всех гусениц в таких партиях и не наблюдалось [2]. Зара-
женные микроспоридией наездники из-за недостатка жировых за-
пасов очень чувствительны к воздействию многих факторов, и при
хранении в холодильнике значительная их часть погибает. Так,
из общего числа разведенных в нормальных условиях наездников
при хранении погибало лишь 1,5%, а в партиях, полученных из
523
зараженных выкормок моли, гибель энтомофагов достигала 24%.
Взрослые наездники из здоровых партий моли жили 13 дней, а из
больных — только 9 дней. С единицы площади инсектария, не за-
раженной микроспоридией, было получено 97,4 кокона наездни-
ка, а в зараженном инсектарии — только 36 коконов.
Штейнхаус и Хьюгс [295] установили патогенность этой микро-
споридии для следующих хозяев: Colias phylodice eurytheme,
Phryganidia californica, Danaus plexippus, Laphygma exigua, Pe-
risierola emigrata, Cremastus flavoorbitalis, Pieris rapae и Car-
pocapsa pomonella. Гистологическое изучение паразита никем пе
проводилось, поэтому остается неясным, восприимчивы ли основ-
ные хозяева данного наездника Grapholitha molesta и Ancylis
comptana к возбудителю этого микроспоридиоза, хотя можно
предполагать наличие такой восприимчивости, поскольку передача
инфекции яйцекладом наездника исключает необходимость при-
способления спор паразита к условиям кишечника хозяина. О ме-
тоде термического обеззараживания яиц моли говорилось ранее.
В том же биоматериале, помимо описанной микроспоридии,
был обнаружен и другой вид — Plistophora californica Steinhaus
et Hughes.
Это небольшая микроспоридия со спорами размером 2X1 мк,
поражающая жировое тело и мальпигиевы сосуды гусениц кар-
тофельной моли. Перенос этого паразита на хозяев, приведенных
выше для Nosema destructor, также вызывал их заражение. Ин-
фекция была перенесена и на златоглазку Chrysopa californica.
Эта микроспоридия встречалась совместно с N. destructor, по-
этому данные Аллена относятся к обоим видам. О связях Р. cali-
fornica и М. ancylivorus нет конкретных данных. В исследован-
ных Вейзером образцах М. ancyluvorus маленькая микроспори-
дия отсутствовала.
Снижение численности полезного вида бабочки вызывала и
другая пара микроспоридий — Nosema cactoblastis Fantham и
N. cactorum Fantham, которые морфологически очень сходны.
У первого вида более тонкие споры размером 4—5X1,2—2,2 мк, у
второго они шире, размером 4,5—7,5X2—3,5 мк, но тем не менее
их очень трудно отличить друг от друга при совместном зара-
жении, особенно потому, что ими поражаются одни и те же орга-
ны, т. е. жировое тело, мальпигиевы сосуды и кишечный эпи-
телий, причем более тонкие споры локализуются преимуществен-
но в жировом теле, а более широкие — в мальпигиевых сосудах и
кишечном эпителии. Обе болезни проявились при массовом ис-
кусственном разведении бабочки-огневки Cactoblastis с целью ее
интродукции в Австралию против сорных опунций и представляли
серьезную опасность для ввезенных в эту страну насекомых.
Только в результате систематического отбора партии разводимых
насекомых были избавлены от этой микроспоридии.
Другая группа тесно связанных микроспоридий — паразиты
комплекса вредителей ели: Choristoneura murinana Hiibn., С. fu-
524
miferana Clem., Epiblema nigricana H. et S. и Eucosma griseana
Hiibn. Эти виды, вызывающие совместно или в отдельности ката-
строфические повреждения в еловых лесах Европы, имеют общие
болезни, передаваемые от одного вида другому при их совместном
развитии в почках ели. В популяциях Ch. murinana Hiibn. при-
мерно 2%' гусениц заражено микроспоридией N. cacoeciae со спо-
рами меньшего размера (2—2,6X1,5 мк), яйцевидной формы, а
также более крупной микроспоридией N. murinanae Weiser со
спорами размером 5x2—2,5 мк. Оба вида паразитируют в жи-
ровом теле гусениц. Остатки мертвых гусениц Epiblema nigricana
являются источником инфекции для гусениц Ch. murinana, оби-
тающим в тесном соседстве с гусеницами предыдущего вида. Ми-
кроспоридии заражают также и личинок наездников Apanteles
murinanae Capek et Zwolfer, Cephaloglypta murinanae Bauer и
многих других энтомофагов. Изучению развития микроспоридий
в этих хозяевах не уделялось достаточного внимания.
Связь микроспоридий с энтомофагами была исследована на
сходной с европейской — канадской еловой листовертке — Choris-
toneura fumiferana Clem. Томсон [301] обнаружил в гусеницах
этого вредителя микроспоридию Glugea fumiferanae со спаренны-
ми спорами размером 2—5X2 мк, которая поражает жировое
тело, проникает в мальпигиевы сосуды и мышечную ткань, где
образует шаровидные или чечевицеобразные цисты. Постепенно
паразит проникает в подкожную соединительную ткань, прядиль-
ные железы, в соединительную ткань, покрывающую нервы, в го-
нады и через яйца передается следующему поколению. При за-
болевании наблюдаются отклонения в развитии хозяина [302—
304]. Период развития зараженных гусениц удлиняется на 20%,
вес куколок самок снижается на 20%, а срок жизни самок сокра-
щается вдвое. Несмотря на это, болезнь мало влияет на плодо-
витость самок и стерильность откладываемых яиц.
Как показали исследования Томсона [303], проведенные на од-
ной и той же территории и по единой методике, степень распро-
странения болезни в популяции Ch. fumiferana ежегодно возра-
стала. Так, в 1955 г. ею было заражено 37,% гусениц, в 1956 —
44%, в 1957 — 56% и в 1960 г. — более 80%.
Под воздействием микроспоридии Ch. fumiferana перестает
быть в Канаде главным вредителем ели. Томсон обращает внима-
ние на то, что наездники Apanteles fumiferanae и Glypta fumife-
ranae непосредственно не повреждаются этой микроспоридией, од-
нако микроспоридии на разных стадиях развития в такой мере
наполняют ректальный мешок личинки энтомофага, что не ос-
тается места для отложения жировых запасов, накапливаемых за
счет тканей тела пораженного хозяина и в период, когда энтомо-
фаги особо нуждаются в таких запасах жира (метаморфоз), они
вынуждены голодать и погибают. Более 60% дичинок A. fumife-
ranae в пораженных микроспоридией гусеницах погибало, не за-
кончив развития, в то время как в здоровых гусеницах гибель
525
составляла всего 2,5%'. Аналогичная картина отмечена и для G. fu-
miferanae; смертность личинок в зараженных гусеницах составляла
60%, а в здоровых гусеницах смертности не установлено. Том-
сон заражал этой микроспоридией также гусениц Choristoneura
pinus и Ch. murinana [302—304]. Из вредителей, обитающих в
аналогичных условиях, известна микроспоридия Nosema cerasivo-
ranae Thomson, паразитирующая в Archips cerasivorana Fitch,
(споры размером 4X2 мк). Об ином, но неописанном виде из
Eucosma griseana Hbn. сообщает Мартиньони. Размеры спор у
этой микроспоридии 4,5X1,4 мк. Оба паразита поражают маль-
пигиевы сосуды, кишечный эпителий, жировое тело и другие тка-
ни, в зависимости от интенсивности развития болезни.
В описанных случаях мы имели дело с микроспоридиями,
очень близкими по своей форме и поражаемым органам хозяина.
В дальнейших исследованиях целесообразно классифицировать
эти виды путем перекрестных заражений разных хозяев па груп-
пы с общими признаками и выделить виды, паразитирующие в
разных хозяевах.
Из других микроспоридий, поражающих чешуекрылых, особое
место занимают два очень близких вида: Nosema carpocapsae и
N. pyraustae.
N. carpocapsae Paillot — паразит гусениц яблонной плодожор-
ки, в клетках прядильных желез которых образуются белые ско-
пления спор. В процессе развития гусениц, особенно при их от-
равлении сублетальными дозами инсектицидов, происходит бур-
ное развитие болезни, паразит проникает в кишечный эпителий,
жировое тело, мальпигиевы сосуды, в мышечную ткань и эноци-
ты. Затем поражается подкожная соединительная ткань и соеди-
нительная ткань влагалища и яичников, откуда паразит проникает
в фолликулы. Длительное время болезнь незаметна (латентная
форма), и лишь после действия на гусениц инсектицида или с их
ростом наступает массовое размножение паразита во всех пора-
женных тканях. В некоторых областях Чехословакии эта болезнь
проявляется лишь в хронической форме, когда инфекция в весь
период развития гусениц поражает только их прядильные железы.
Частота встречаемости болезни возрастает с увеличением чис-
ленности плодожорки в популяции, что, в свою очередь, зависит
от урожая семечковых плодовых культур в данном году. После
2—3 высокоурожайных лет подряд в Чехословакии бывает по-
вреждено плодожоркой около 40—50%’ плодов; если в следующем
году урожайность снижается, повреждение плодов достигает
80—100,%, и в такие годы распространение этой болезни также
возрастает с 10 до 40—60%. В такие годы болезнь из хронической
переходит в острую форму, поражая все органы тела гусениц.
По-видимому, существуют различающиеся по вирулентности
штаммы этой микроспоридии, которые при переносе из одной об-
ласти в другую влияют на степень распространения острой фор-
мы болезни в популяциях плодожорки. Как уже упоминалось,
526
сублетальные дозы инсектицидов провоцируют развитие болезни.
Nosema pyraustae Paillot — возбудитель микроспоридиоза гу-
сениц стеблевого мотылька (Pyrausta nubilalis Hiibn.), описана
также под родовым названием Perezia. Паразит при развитии в
гусеницах мотылька имеет лишь небольшое число стадий разви-
тия. Во время схизогонии появляются схизонты, содержащие до
16 ядер, в то время как при спорогонии наблюдаются лишь одно-
и двуядерные формы. Споры размером 4,5x2 мк, как и у других
видов, появляются последовательно в мальпигиевых сосудах, в ки-
шечном эпителии, в нервных ганглиях и наконец яичниках самок.
Прядильные железы представляют места первичного развития па-
разита; который во многих случаях здесь и остается, и болезнь
принимает хроническую форму. Наружные покровы и мышечная
ткань поражаются исключительно редко. Инфекция передается
через зараженные яйца. Первоначально европейские исследовате-
ли изучению этой болезни уделяли большое внимание, затем ее
изучали преимущественно ученые США (Холл, Крамер, Раун
и др.). Холл [100] заражал этой микроспоридией гусениц Junonia
coenis Hub. Крамер [142, 143] установил, что смертность гусениц,
зараженных паразитом в лабораторных условиях, повышалась по
мере развития насекомых и к фазе вылета бабочек достигала
86%, в то время как в природных условиях не превышала 25%'.
Зараженные самки погибают раньше здоровых, часто не отклады-
вают яйца, или же их плодовитость снижается на 25%’. Изучение
гусениц стеблевого мотылька, собранных в природных условиях
[142], показало, что весной было заражено 19% гусениц, а перед
уходом на зимовку — 52%'. Процент гусениц, погибших от ми-
кроспоридиоза в эти сроки, был соответственно 33 и 91 % • Раун
установил, что в гусенице 5-го возраста при хронической форме
болезни содержится в среднем 7 млн. спор при средней интенсив-
ности развития болезни — 25 млн., а при острой, летальной фор-
ме— 86 млн. спор; в одном случае в гусенице содержалось
689 млн. спор. Известна лишь трансовариальная передача инфек-
ции. Роль паразитов (энтомофагов) в распространении болезни
не изучена. Бриггс считает, что занос новых штаммов микроспо-
ридии в старые ареалы стеблёвого мотылька может вызвать
сильное увеличение смертности.
Степень распространения болезни в популяциях стеблевого
мотылька в разных частях его ареала колеблется по годам и за-
висит от частоты контактов между особями этого вредителя.
Чем сильнее бывает заражение гусеницами початков кукурузы,
тем большее число гусениц- заражается микроспоридией через
загрязненные экскрементами части кормового растения.
Платяная моль заражается микроспоридией Nosema lotmaris
Weiser, которая поражает мальпигиевы сосуды, жировое тело,
прядильные железы, соединительную и мышечную ткани и прони-
кает в яичники самок. Кишечник поражается небольшими оди-
ночными очажками. Споры паразита размером 3,5—4X1,5—2 мк
527
содержатся в яйцах моли, и этим путем инфекция передается сле-
дующему поколению. Больные гусеницы моли фарфорово-белого
цвета, менее упруги, нежели здоровые, достигают разной длины,
и большинство их погибает перед окукливанием, не образуя пау-
тинных коконов и ходов в ткани. Лотмар [208], описавшая эту
болезнь, не дала названия ее возбудителю, так как не смогла
установить его отличия от N. bombycis-, она подробно изучила
.развитие болезни в больших, искусственно разводимых партиях
платяной моли. В партиях, где болезнь проявлялась более 7 лет,
она не вызывала высокой смертности гусениц, которая приводи-
ла бы к полному вымиранию всей зараженной популяции. Слабо-
пораженные самки давали здоровое потомство, или лишь небольшая
часть его оказывалась зараженной. При пероральном зара-
жении гусениц болезнь развивалась медленно, через 19 дней пос-
ле заражения образовался лишь один очаг в задней части ки-
шечника и в основаниях мальпигиевых сосудов.
Octosporea ephestiae Mattes паразитирует в гусеницах амбар-
ной огневки {Ephestia kuehniella). Болезнь встречается очень
редко и сохраняется в зараженных складах потому, что здоровые
гусеницы поедают трупы погибших особей, а также благодаря пе-
реносу инфекции энтомофагами Habrobracon.
Octosporea viridanae Weiser развивается в жировом теле ду-
бовой листовертки {Tortrix viridana L.). Болезнь проявляется
обычно в период спада многолетней градации вредителя, когда ею
бывает поражено 4% и более гусениц листовертки. В начальный
период больные гусеницы внешне не отличаются от здоровых, но
затем перед окукливанием большинство их перестают двигаться
и неподвижно лежат в свернутых листьях. В этот период, т. е.
перед окукливанием, легче всего обнаружить и собрать больных
гусениц. Пораженные гусеницы окукливаются позднее, чем здо-
ровые.
Помимо названного вида, дубовая листовертка заражается
также микроспоридией Nosema tortricis Weiser, поражающей жи-
ровое тело. Третий паразит этой же листовертки Thelohania wei-
seri Gunther, развивающийся также в жировом теле, имеет шаро-
видные панспоробласты с 8 удлиненными спорами размером 4,5—
6X2—2,5 мк. Проявляется спорадически. В первоначальных об-
разцах из 468 собранных гусениц было заражено лишь 6 гусе-
ниц. В районе г. Малацки (Словакия) этой микроспоридией было
заражено 14% гусениц дубовой листовертки. Паразит заражает
также гусениц зимней пяденицы {Operophthera brumata L.), но
никогда не заражал гусениц яблоневой моли {Hyponomeuta tnali-
nellus Zell.).
В гусеницах зимней пяденицы паразитирует также Thelohania
cheimatobiae Krieg, которую в окрестностях Праги заменяет дру-
гой, пока не описанный вид микроспоридии. Болезнь проявляется
малозаметным вздутием и побелением зараженных гусениц. Мас-
совое размножение паразита наступает в последние дни перед
528
окукливанием, чем очень затрудняются опыты с искусственным
заражением. Комплексы бабочек, развивающихся на дубах, очень
богаты видами, гусеницы этих видов питаются одной и той же
пищей, имеют общих паразитов и поэтому общие, передаваемые
взаимно болезни.
.Мало данных о микроспоридиях, поражающих совок. Nosema
perezioides Huger поражает озимую совку (Agrotis segetum), за-
ражая практически все органы тела гусеницы, последовательно
проникая из эпителия и мышц кишечника в жировое тело, маль-
пигиевы сосуды, трахейные матрицы, гиподерму, мышцы и гона-
ды. Сильное поражение кишечника заканчивается обычно септи-
цемией еще до развития болезни в других органах. Зараженные
гусеницы перестают питаться, тело их изгибается и укорачивает-
ся. В пораженных тканях образуются гигантские клетки (цисты,
центры атретизации), в которых часть спор уничтожается орга-
низмом хозяина. Постепенно защитные реакции ослабевают, и бо-
лезнь интенсивно развивается. Болезнь наблюдалась при искусст-
венном разведении совок в лабораторных условиях.
О других микроспоридиозах совок упоминают Томсон и Смир-
нов [308], которые обнаружили Plistophora schubergi (споры
0,75X1,5 мк) в Aletia oxygala luteopallens. Сходная микроспори-
дия— Nosema heliothidis Lutz et Splendore обнаружена в кишеч-
нике Heliothis virescens F. и Nosema laphygmae Weiser в гусе-
ницах Laphygma frugiperda S. et А., у которых она поражает жи-
ровое тело.
Большое количество видов микроспоридий, паразитирующих в
гусеницах вредных видов бабочек, еще ожидает детальных ис-
следований.
Микроспоридиозы двукрылых. Число известных микроспори-
дий, встречающихся у двукрылых насекомых, значительно превос-
ходит число видов тех же паразитов, известных для предыдущей
группы хозяев-бабочек. Обнаружение болезни у двукрылых, оби-
тающих в воде, облегчается тем, что в теле пораженных особей
происходят хорошо заметные изменения. Наоборот, подавляющее
количество видов, обитающих на суше, изучено в этом отноше-
нии недостаточно, и среди них, несомненно, будут обнаружены
новые виды паразитов. Двукрылые большинства видов изобилуют
в местах, где развиваются их личинки, что способствует распро-
странению болезней в таких популяциях. Распространению инфек-
ции способствует вода, иногда различные хищники и позвоночные
животные, которые поедают больных личинок или взрослых на-
секомых и с экскрементами разносят инфекцию на большие рас-
стояния от первичных очагов.
У долгоножек паразитируют две микроспоридии. Nosema Ы-
nucleatum Weissenberg проникает через стенки кишечника в по-
крывающую его соединительную ткань, в которой образует похожие
на жемчуг цисты из клеток этой ткани за счет размножив-
шихся в них микроспоридий. Болезнь носит хронический харак-
34 Я. Вейзер
529
Таблица Е2
Микроспоридии двукрылых насекомых
Микроспоридии Хозяин Автор Размеры спор, мк Поражаемые органы
Nosema binuclea- Tipula gigantea Weissenberg, 4,3—6,7X Мышцы кишеч-
turn Schr. 1926 X2.6-3 ника
Thelohania tipulae Tipula lateralis Weissenberg, 5X3 Жировое тело
Meig. 1926
Thelohania janus Limnophilla rhom- Hesse, 1903 3X2 » »
bica L.
Gurleya francottei Ptychoptera conta- L6ger et 3X1,5 Кишечник
minata L. Duboscq, 1909
Nosema bibionis Bibio varipes Stammer, 3,5—5X Жировое тело
Meig. 1956 X2.5-3
Plistophora ente- Bibio varipes Stammer, 2,3X1,5- Кишечник
robia Meig. 1956 —2
Stempellia amasiae Aniasia funebris Stammer, 4—6X Жировое тело
Meig. 2956 X2.5-3
Nosema stego- Aedes aegypti L. Marchoux, 3-5X2- Общее зараже-
mylae 1903 —3 ние
Nosema aedis Aedes aegypti L. Schuberg, 7.5-9X Жировое тело
1915 X4-6
Thelohania coreth- Chaoborus crystal- Kudo, 1930 4,7-7 X Эноциты
rae linus Deg. X2-3.8
Thelohania rotun- Culex leprincei Kudo, 1924 2,5-3 X Жировое тело
da Dyar . X2,3—2,7
Thelohania minuta Culex leprincei Kudo, 1924 3,5—3,9x » »
Dyar X 2,4—2,7
Thelohania obesa Anopheles quadri- Kudo, 1924 4-4.5X » »
maculatus Say X3-3.5
Thelohania pyrifor- 'Anopheles cruci- Kudo, 1924 4,8-5,4 X » »
mis ans Wied. X 2,7—3
Thelohania opaci- Culex apicalis Kudo, 1922 5,5—8,5x » »
ta Adams X3,5—5
Thelohania legcri Anopheles niaculi- Hesse, 1904 4,7-6 X » »
Thelohania grassi pennis Meig. X3—4
Anopheles maculi- Missiroli, 3-4X Яичники
pennis Meig. 1929 X 1,5-2
Plistophora collesi Culex tritaeni- Laird, 1959 2,2—2,9 X »
orhynchus Giles Xl,2-1,7
Plistophora culicis Culex pipiens L. Weiser, 1946 4-6X Мальпигиевы
X2,5-3,7 сосуды, жи- ровое тело
Plistophora chao- Chaoborus crystal- Rapsch, 1950 5.2X6.5X Жировое тело
bori linus Deg. X 3,8-4
Stempellia magna Culex pipiens L. Kudo, 1920 12- Кишечник, жи-
-16,5X ровое тело.
X4—4,6 соединитель- ная ткань
Octosporea core- Chaoborus sp. L'utz et 5,5-7 X Эноциты
thrae Splendore, 1908 X 1,5-2
Toxoglugea missi- Anopheles maculi- Weiser, 1961 4—5X1,5 Мышцы
rolii pennis Meig.
Nosema chironomi Chironomus sp. Lutz et Splendore, 1908 2-3 Кишечник
530
Продолжение
Микроспоридии Хозяин Автор Размеры спор, мк Поражаемые органы
Nosema zavreli Chironomus thum- mi L. Weiser, 1946 3—4x2— —2,5 Кишечник
Nosema micrococ- cus Tanypus setiger Kieff. Leger, 1921 1,8-2 Жировое тело
Nosema cheisini Prodiamesa oliva- cea Weiser, 1963 8-9x3 —4 » »
Thelohania brein- dli Chironomus thum- mi L. Weiser, 1946 2,2-3x1 » »
Thelohania pinguis Tanypus varius (Fabr.) Hesse, 1903 3—3,5 x X 1,8-2 » »
Thelohania hessei Tanytarsus sp. L6ger, 1921 2,1 Кишечник
Thelohania chiro- nomi Diamesa thiene- manni K. Jirovec, 1940 5-5,8X X2.8-3,2 Жировое тело
Thelohania asteri- as Chironomus nyn- choides Weiser, 1963 8-9X4 » »
Stempellia polyspo- ra Tanypus sp. (Leger) 1921 2-3,2 » »
Plistophora thiene- manni Chironomus sr. (Debaisieux) 1928 2X1,5 Кишечник
Plistophora jirove- ci Chronomus thum- mi L. Weiser, 1942 2—2.3X ХЗ—4 Жировое гело
Plistophora chiro- nomi Chironomus ten- tans Fabr. (Debaisieux) 1931 4—4,5X Хб-7 » »
Octosporea chiro- nomi Chironomus ten- tans Fabr. Weiser, 1943 2.5-1.5X X0,8—1,4 » »
Bacillidium bacil- liforme Orthocladius sp. Leger et Hesse, 1922 4-7X1 » »
Bacillidium tetra- sporum Tanytarsus sp. (Leger) 1922 6,5X0,8 » »
Mrazekia brevicau- da Chironomus plu- mosus L. L6ger, 1922 16—22X X 1,5-2 » »
Toxoglugea chiro- nomi Chironomus sp. Debaisieux, 1931 6-7X1- -1,5 » »
Nosema sphaerb- Sphaeromias sp. Weiser, 1957 5—6x2,5 » »
Toxoglugea vibrio Ceratopogon sp. Leger, 1922 3,5X0,3 » »
Spiroglugea octo- spora Ceratopogon sp. Leger, 1922 8—8,5x1 » »
Nosema stricklan- di Simulium ornatum Meig. Jirovec, 1943 5X2,5 » »
Thelohania bracte- ata Simulium venus- tum Say Strickland, 1913 2.5-4X X2,3-3,6 » »
Thelohania varians Simulium ornatum Meig. Lfeger, 1898 5,5—8x X3-5 » »
Thelohania fibrata Simulium venus- turn Say Strickland, 1913 5—7X3— —4 » »
Thelohania colum- baczense Simulium replans L. Weiser, 1960 3-3,5X X1.5- —1,8 » »
Plistophora simulii Simulium ochrace- um Cogn. Lutz, 1904 4-5,5X X2,5—3,5 » »
Plistophora debai- sieuxi Simulium orna turn Meig. Jirovec, 1943 7-8X3- -4,5 > »
34*
531
Продолжение
Микроспоридии Хозяин Автор Размеры спор, мк Поражаемые органы
Octosporea simulii Simulium sp. Debaisieux, 1926 7,5X2—3 Кишечник
Caudospora simulii Simulium latipes Meig. Weiser, 1946 4,5—5X5 Жировое тело
Octosporea domest. muscae- Musca domestica L. Flu, 1911 5-6X1 Мальпигиевы сосуды, ки- шечник
Octosporea spora mono- Drosophila confusa Staeg. Chatton, 1911 4-5X1 Кишечник
Toxoglugea phorae calli- Calliphora vomito- ria L. Weiser, 1961 4.3-5X X 0,7-1 Мальпигиевы сосуды
Thelohania soni thorn- Muscina assimilis (Fall.) Kramer. 1961 3-3,7X Xl.2-1,8 Кишечник
Spiroglugea rae porte- Calliphora vomito- ria L. Weiser, 1961 12-1.3X Xl—1,5 Кишечник, мальпигиевы сосуды, жи- ровое тело
Telomyxa rum musca- Musca domestica L. Weiser, 1961 3- 4,5 X XI 1,5 Мальпигиевы сосуды, жи- ровое тело
тер. Другая микроспоридия Thelohania tipulae Weissenberg, вы-
деленная из Tipula lateralis, образует в жировом теле личинок
массивные белые цисты, поражает жировое тело и препятствует
окукливанию больных личинок.
В личинках двукрылых из сем. Bibionidae Штаммер [294] об-
наружил несколько видов микроспоридий, вызывающих болезнь,
снижающую численность популяций этих насекомых. Nosema Ы-
bionis Stammer и Stempellia aniasiae Stammer паразитируют в
жировом теле, Plistophora enterobia поражает кишечник. При
массовом размножении хозяев инфекция широко распространяет-
ся в популяциях.
Интересны многочисленные виды микроспоридий, поражаю-
щие комаров, однако следует отметить, что имеющаяся информа-
ция по этому вопросу касается в основном болезней личинок ко-
маров и очень мало сведений о болезнях взрослых особей. Личинки
комаров рода Chaoborus (-Corethra) поражаются специализи-
рованными паразитами, которые образуют в прозрачном теле хо-
зяев шаровидные белые цисты. Происхождение этих цист недо-
статочно выяснено. По мнению одних, мы имеем дело с эноцита-
ми, другие считают их отдельными плавательными пузырьками,
с помощью которых личинки удерживают равновесие. На основе
изучения имеющегося у нас материала Вейзер пришел к выводу,
что эти цисты образовались из жирового тела, которое покрыва-
ет плавательные пузырьки. Чаще всего встречается микроспори-
дия Thelohania corethrae Schubert et Rodriguez, первоначально
532
описанная без указания размеров спор. Вид очень типичный, и
поэтому его удалось идентифицировать заново.
В образцах Chaoborus crystallinus Deg., которые Йировец
[125] собрал в Праге, грушевидные споры имели размеры 5,5—
6x3,5 мк.
Фантам и Ричардсон обнаружили эту микроспоридию в Cha-
oborus flavicans Meig., распространенном в Канаде, и установи-
ли, что длина спор колебалась от 4,7 до 7,3 мк, а ширина от 2,1
до 3,8 мк. Морфологически сходная микроспоридия Plistophora
chaobori Rapsch часто встречается в личинках С. crystallinus,
обитающих в противопожарных водоемах в Праге. Клетки жиро-
вого тела, пораженного этим паразитом, разбросаны в несколь-
ких сегментах тела личинки, и с развитием болезни число таких
клеток растет. Образуются яйцевидные белые цисты, включаю-
щие разные стадии развития паразита. Зараженные личинки с
трудом маневрируют в воде, менее подвижны и постепенно опу-
скаются на дно водоема; цисты в теле личинок лопаются, отчего
тело белеет и личинки гибнут.
Третий вид микроспоридий, Octosporea corethrae Lutz et
Splendore, имеет длинные палочковидные споры, образующие в
теле личинки белые сгустки.
В личинках комаров из родов Aedes, Culex и Anopheles ми-
кроспоридии встречаются довольно часто, что соответствует вы-
сокой численности личинок и биотопах. До настоящего времени не
проводилось опытов с искусственным заражением личинок этих
комаров, и поэтому нет данных о поведении одного и того же ви-
да паразита из разных хозяев.
К числу наиболее важных микроспоридий, паразитирующих в
комарах, относится Nosema stegomyiae Marchoux, Salimbeni et
Simond, описанная по материалу, выделенному из Aedes aegypti.
Спустя некоторое время после описания эта микроспоридия из-за
ее обилия в переносчике желтой лихорадки была ошибочно при-
нята за возбудителя. Позднее Хаттон [116], принявший псевдоци-
сты спор в оболочках пораженных клеток за панспоробласты,
предложил для нее название Plistophora. Лутц и Сплендор
[213], также обнаружившие эту микроспоридию в A. aegypti, от-
несли ее к роду Nosema. Кудо [164] позднее обнаружил очень
близкую микроспоридию в Anopheles quadrimaculatus, и, нако-
нец, Фокс и Вейзер [76] обнаружили эту микроспоридию в A. gam-
Ыае из Африки. Паразит поражает комаров настолько характер-
ным способом, что нет сомнений в идентичности микроспоридий в
перечисленных случаях с первоначально описанной. Эта микроспо-
ридия у взрослых комаров поражает слюнные железы и стенки
кишечника, заполняет их полностью и проникает в жировое тело,
мальпигиевы сосуды, соединительную ткань, покрывающую ганг-
лии, растворяет и инфильтрирует пучки мышц и поселяется в тра-
хейных матрицах. Паразит проникает также в овариолы, где ло-
кализируется в питающих клетках, откуда переходит в фолликулы
533
и формирующиеся яйца. Единственное отмеченное различие за-
ключалось в том, что в первоначальном описании вида указыва-
ется на заражение паразитом стенок воздушных мешков взрослых
комаров, что позднее не было установлено. Паразит постепенно
заполняет все органы тела и уничтожает их. В желудке поражен-
ного комара можно обнаружить 3 слоя спор микроспоридии, со-
ответствующие трем слущиваниям кишечного эпителия, при кото-
рых организм комара избавлялся от пораженных клеток и обра-
зовывал взамен их новые. Однако инфекция каждый раз вновь
проникает из полости тела в кишечный эпителий, и организм ко-
мара уже не в состоянии возмещать погибшие клетки. Перитро-
фическая мембрана не образуется, клетки кишечного эпителия,
вначале шаровидно вздутые, затем отделяются друг от друга и
расходятся; при этом через образовавшиеся между клеток про-
светы в кишечник просачивается гемолимфа. Мальпигиевы сосу-
ды также утрачивают обычную форму, вздуваются от массы обра-
зовавшихся спор и постепенно растворяются. От жирового тела
остаются лишь небольшие частицы, заполненные спорами. В яич-
никах, которые еще сохранились, паразит начинает проникать в
соединительную ткань, затем в питающие клетки и оттуда в фол-
ликулы. Первое яйцо у основания яйцевой трубки, у которого
уже образовался хорион, свободно от инфекции, в следующих яй-
цах, расположенных выше, содержатся лишь единичные схизон-
ты, а самые молодые фолликулы полностью уничтожены и резор-
бированы. В сравнении с здоровыми самками, у которых при про-
дольных разрезах можно увидеть до 30 яиц, у зараженных осо-
бей не более 5 развившихся яиц.
Nosema stegomyiae распространяется в популяциях комаров
через зараженные яйца и пищу при сосании жидкости здоровыми
и больными комарами из одних и тех же мест. Из комаров, по-
гибших от микроспоридиоза, в местах питания высвобождаются
возбудители инфекции, которые попадают с жидкой пищей в здо-
ровых комаров. Болезнь проявила себя как фактор, затрудняю-
щий лабораторное разведение комаров [76]. В 1956 г. в инсекта-
рии Института малярии в Гарбеле наблюдалась массовая гибель
комаров Anopheles gambiae и A. melas, разводимых для опытных
целей. Оказалось, что она была вызвана заражением комаров
микроспоридией через общие поилки, в которых вату сменяли не-
достаточно часто. После гибели колонии оборудование инсекта-
рия было тщательно промыто и простерилизоваио и в отдельные
изоляторы были помещены новые выловленные в природе самки
комаров, яйца которых послужили исходным материалом для
размножения новых партий. В мертвых самках была обнаружена
микроспоридия, личинки были свободны от инфекции. Через 4 ме-
сяца разведения комаров были определены разные штаммы и по-
лучены результаты, приведенные в таблице 23.
В исследованных разводимых партиях комаров инфекция пе-
редавалась из поколения в поколение трансовариально, а даль-
534
Таблица 23-
Штамм Заражено
самцов самок
Kakata 56% 15%
Snafu 30% 11%
Jail ah 60% 43%
Zapablo 100% 100%
нейшее распространение болезни происходило при контактах ко-
маров в поилках со сладким соком. Этим объясняется более
высокий процент зараженных самцов, так как этот сладкий сок яв-
лялся для них единственной пищей. Содержание комаров в бо-
лее многочисленных колониях всегда приводило к более сильному
распространению болезни. В группе самок, где вначале было за-
ражено 15%' насекомых, через месяц оказались заражены все
особи.
Болезнь нарушает функции кишечника на ранней стадии раз-
вития и влияет на заражаемость комаров возбудителем малярии;
при высасывании комарами крови маляриков этот плазмодий был
обнаружен у 47%' (из 94 особей) здоровых комаров и лишь у
4%) (из 77 особей) комаров, больных нозематозом. Если принять
во внимание, что болезнь распространяется трансовариально и
через пищу и вызывает у комаров устойчивость к заражению воз-
будителем малярии, можно сделать вывод о перспективности ис-
пользования этой микроспоридии в борьбе с комарами — пере
носчиками малярии. Эта перспектива реальна не только потому,
что известен метод заражения хозяина, но и потому, что микро-
споридия инфекционна для нескольких видов хозяев и в лабо-
раториях и природных условиях зарегистрирована в популяциях
очень важных в санитарном отношении видов комаров, распрост-
раненных в Африке, Северной и Южной Америке.
Другой вид микроспоридии — Plistophora culicis Weiser — по
ражает комаров Culex pipiens L. Панспоробласты этого парази-
та, содержащие 10—60 спор, первоначально были обнаружены
в мальпигиевых сосудах личинок этого комара в заиленном пру-
ду. Гарнхем [80] установил гибель от паразита комаров Anopheles
gambiae и A. stephensi, разводимых искусственно. Каннинг [28]
определила возбудителя болезни этих двух видов комаров как
Plistophora culicis, и заражение им происходило через загрязнен-
ную микроспоридией медовую воду из общих поилок. Помимо
мальпигиевых сосудов, паразит поражает также прилегающие к
ним участки жирового тела. Зараженные этой болезнью колонии
комаров происходили от яиц, полученных институтом Росса 5 лет
назад из Лагоса. Поскольку не установлено заражение микро-
535
споридиеи яичников самок, инфекция, по-видимому, содержалась
на поверхности яиц.
Широкое применение могут найти два следующих возбудителя
микроспоридиозов комаров: Thelohania grassi Missiroli и Plisto-
phora collesi Laird, поражающие яйца комаров. Т. grassi впервые
зарегистрирована Грасси [95]. Кристофере [118] и Никольсон [242]
приводят этот вид как Sporozoon. Миссироли [237] в описании ви-
да ошибочно принимал этот вид за Т. legeri, причем дал лишь
краткое описание. В настоящее время установлено, что эта ми-
кроспоридия вызывала массовое заболевание яиц Anopheles ma-
culipennis в Италии. Наличие паразита в яйцах дает основание
считать, что микроспоридии развиваются и в личинке, отрождаю-
щейся из зараженного яйца, и инфекция передается комару, в
теле которого она должна проникнуть в яичники, чтобы затем
вновь.появиться в яйце.
Помимо этого европейского вида, известна микроспоридия
Plistophora collesi Laird, паразитирующая в яйцевых трубках ма-
лайских видов комаров Culex tritaeniorrhynchus и С. gellidus.
Споры паразита из последнего вида несколько мельче. В природ-
ных условиях болезнь встречается довольно редко, она была
обнаружена лишь у 0,1%'исследованных комаров. На яйцевых труб-
ках зараженных самок образуются шаровидные цисты, продуци-
рующие массу спор, расположенные в остатках оболочек фолли-
кул. Цисты через яйцевод выводятся наружу. В одной цисте мо-
жет содержаться до 4 млн. спор, а в некоторых яйцевых трубках
было обнаружено до 67 цист. Цисты, вышедшие из яйцеводов
вместо яиц, в воде лопаются, и споры становятся источником ин-
фекции для пьющих эту воду комаров.
Большинство других микроспоридий комаров вызывает болез-
ни жирового тела личинок. От возбудителей этих заболеваний от-
личаются 2 микроспоридии, Stempellia inagna Kudo и Toxoglugea
missiroli. Первый вид с относительно крупными грушевидными
спорами длиной 12—16 мк, которые образуются в жировом теле
и в кишечном эпителии личинок Culex pipiens и С. territanus.
В пораженном жировом теле личинок образуются большие белые
цисты, видимые снаружи. Сколько-либо определенных данных о
влиянии паразита на хозяина в литературе не имеется.
Вид Toxoglugea missiroli Weiser вызывает малозаметное за-
болевание мышечных тканей комаров. Дуговидно изогнутые споры
этой микроспоридии образуют скопления между мышечными во-
локнами комара Anopheles maculipennis.
Thelohania legeri Hesse относится к паразитам жирового тела
комаров. Автогаметы этой микроспоридии характерны очень за-
метными хромосомами в крупных ядрах. В процессе спорогонии
образуются шаровидные панспоробласты, внутренний плазмодий
которых заключен в оболочку, содержащую большое количество
обломков хроматина. Образуемые этой микроспоридией панспоро-
бласты довольно длительное время находятся в группах. Споры
536
после высушивания или фиксации имеют очень характерную фор-
му. Шаровидное основание переходит к горловину, расширенную
наверху, так что споры по форме напоминают кувшин без ручки.
Такую типичную форму имеют споры Т. legeri из всех хозяев и
местонахождений. К числу хозяев этой микроспоридии относятся
личинки Anopheles maculipennis L., A. bifurcatus Meig., A. punc-
tipennis Say, A. quadrimaculatus Say и A. crucians Wied. Симп-
томы болезни — фарфорово-белые цисты, беспорядочно разбросан-
ные в жировом теле личинки, просвечивающие через кожный
покров. Болезнь проявляется в лужах, регулярно пополняемых не-
большим количеством воды. Один подобный водоем Вейзер изу-
чал в течение 6 лет и ежегодно в июле обнаруживал поражен-
ных личинок. Распространена болезнь во всем мире, по степень
распространения в отдельных популяциях незначительна (1—3%
зараженных личинок).
Thelohania opacita Kudo вызывает часто встречающуюся бо-
лезнь личинок комаров Aedes annulipes Meig., A. communis Deg.,
A. sticticus Meig., A. vexans Meig. и Theobaldia annulata Schrank
в Чехословакии. Споры паразита широкояйцевидные, при фик-
сации деформируются, их размеры 5,5—8,5X3,5—5,5 мк. Вид об-
наружили в Европе Бреслау и Бушкиль в 1919 г. [25], затем Нел-
лер [246] и другие авторы, но он не был ими описан. Кудо опи-
сал эту микроспоридию из Culex apicalis и С. territans, в личин-
ках которых в США она образует хорошо заметные белые цисты
в жировом теле. Пораженные участки жирового тела целиком
заполняются спорами, так, что, кроме оболочки, от этих тканей
ничего не остается. Вегетативные стадии развития паразита ха-
рактеризуются хорошо выраженными митозами, а молодые панс-
поробласты — слоем оболочки. Поверхность спор в воде разбу-
хает, преобразуясь в слизистый чехол, который способствует
всплытию спор. Разбухание поверхности оболочки приводит так-
же к тому, что восьмерки спор разделяются на одиночные споры.
Существенные трудности при определении этого вида создало
обнаружение некоторых новых видов из Калифорнии, в описани-
ях которых недостаточно полно приведены морфологические при-
знаки отличия новых видов от названного. Имеются в виду в пер-
вую очередь микроспоридии, указываемые в работе Келлена и
Уиллса [134], очень похожие на Thelohania opacita Kudo. Наличие
микроспоридий в полости тела (в пораженных эноцитах) — не-
сомненно признак конечной фазы развития болезни, а первично
поражаемая ткань —жировое тело. Размеры спор, приведенные
в таблице 24, свидетельствуют о наличии трех очень близких
групп микроспоридий. Только перекрестные заражения могут по-
казать, насколько отдельные виды комаров могут поражаться
этими микроспоридиями и как могут изменяться размеры спор
одной и той же микроспоридии в разных хозяевах.
Для микроспоридии Thelohania californica Kellen et Lipa, опи-
санной из жирового тела Culex tarsalis, установлено, что инфек-
537
Таблица 24
Микроспоридии комаров (по Келлену и Уэллсу). Все виды микроспоридий
выделены из полости тела личинок комаров
Микроспоридии Хозяин Размеры спор
нормальные окрашенные
Thelohania gigantea K. et W. Culex erythrothorax Dyar 8,10X5,48 6,69x5,18
T. bolinasae K- et W. A5des squamiger Coq. 6,89X4,85 5,70x4,45
T. noxia K. et W. Culex thriambus Dyar 6,58x4,47 5,34x4,04
T. unica K. et W. Aedes melanimon Dyar 6,53X4,97 5,63X4,42
T. campbelli K. et W. Culiseta incidens (Thoms.) 6,01X4,13 5,47X3,88
T. inimica K. et W. Culiseta inornata (Willist.) 5,73x3,92 5,43X4,11
T. periculosa K. et W. Anopheles pseudopuncti- pennis franciscenus McCrack. 4,71x2,62 3,8LX2,44
T. benigna K- et W. Culex apicalis Adams 4,15x2,68 4,02x2,95
ция передается трансовариально, так как из 9,4% клеток яиц
собранных в природе и перенесенных в лабораторию, отрожда-
лись зараженные личинки, а из яиц, отложенных самкой, остав-
ленной в лаборатории, 14% оказались зараженными. Наиболее
интересные данные были получены при воспитании личинок, от-
родившихся из зараженных яйцекладок. Из выживших и окук-
лившихся личинок после вылета комаров оказалось 97,3%' самок
и только 2,7% самцов. В дальнейшем было установлено, что из
яиц, отложенных этими самками, спаривавшихся со здоровыми сам-
цами, 50%' отродившихся личинок были явно заражены микро-
споридиями и погибли, а из остальных 50% яиц развились только
-самки. В выживших личинках имелись только схизонты паразита,
однако они не перешли в стадию спорогонии. Личинки, из которых
развиваются самки, способны подавить спорогонию микроспори-
дий, которая развивается и оканчивается смертельным исходом
лишь для самцов, что, по-видимому, свидетельствует о гормо-
нальном воздействии организма хозяина на течение болезни.
В этом свете указание в первоначальном описании о локализации
паразита в жировом теле вызывает большие сомнения.
Преодоление трудностей, связанных с искусственным зараже-
нием личинок комаров, поможет внести ясность в систематическое
положение других видов, например Thelohania indica Kudo из
Anopheles hyrcanus Pall, и Th. obscura Kudo из A. funestus Giles,
которые по размерам спор соответствуют Thelohania obesa Kudo
из A. quadrimaculatus Say.
538
Thelohania opacita в Чехословакии поражает только моноволь-
тинные весенние виды комаров из рода Aedes; степень распрост-
ранения болезни в разных местностях различна, максимальное
заражение отмечено в водоемах вблизи г. Годонина и состав-
ляло 30%. Больные личинки легко заметны, они белые, отекшие,
менее подвижны.
Микроспоридиозы личинок комаров-дергунов. Микроспоридии,
поражающие ком аров-дергунов, имеют такое же значение для их
размножения, как и для других видов насекомых, снижая в раз-
ной мере численность личинок в зависимости от плотности попу-
ляции. Снижение численности этих насекомых в наших широтах
не имеет непосредственного значения для человека, но, с одной
стороны, влияет на кормовой баланс рыб и с другой — регулиру-
ет интенсивность лёта комаров-дергунов, который в некоторых
областях создает большие трудности для автотранспорта и не-
желателен для человека по санитарным соображениям. Необхо-
димо считаться с тем, что на 1 кв. дм дна пруда или в пучке
водорослей на дне реки живет несколько десятков, а иногда и со-
тен личинок ком а ров-дер Гунов (мотылей), способствующих само-
очищению воды и служащих кормом для рыб, а также концентри-
рующих вещества, загрязняющие водоемы (яды, инсектициды,
продукты ядерного распада), тогда как работники санитарной
службы полагают, что все эти загрязнители унесены водой.
Микроспоридии — паразиты комаров-дергунов— различаются
по форме спор соответственно условиям их распространения и пе-
реноса с больной особи на здоровую. Помимо разнообразных от-
ростков на спорах, у некоторых видов споры заключены в сли-
зистый чехол, увеличивающий объем и облегчающий всплытие
спор в воде. Паразит проникает в разные ткани насекомых, хо-
тя жировое тело является наиболее частым объектом поражения.
Очень характерно для микроспоридиозов комаров-дергунов удли-
нение личиночного периода у зараженных особей (например,
Р. jiroveci этот период увеличивает на 10 дней) [320—321].
В комарах-дергунах паразитируют 3 вида микроспоридий, име-
ющих шаровидные споры: Nosema micrococcus Lfeger et Hesse.
Thelohania hessei Weiser и Stempellia polyspora Lfeger et Hesse.
Первоначально эти виды были отнесены к роду Сассопета, но
по характеру развития в насекомых они принадлежат к разным
другим родам. Эти виды после их первоначального описания ав-
торами больше никем не были зарегистрированы.
Из микроспоридий, имеющих яйцевидные споры, некоторые
виды весьма обычны. Так, Thelohania pinguis Hesse очень часто
встречается у личинок Т any pus varius в прибрежном планктоне
рыбных прудов. Панспоробласты этой микроспоридии собраны
в группы, споры выбрасывают стрекательные нити, еще находясь
в панспоробластах, и нити пучками свешиваются в воду. Второй
вид Plistophora jiroveci Weiser, также часто встречающийся в
личинках Chironomus thummi L., обитающих в прудах, в годы
539
сильного размножения этого комара-дергуна поражает до 50%
личинок. Если подсчитать общее количество личинок на 1 га
пруда, имея в виду, что на 1 м2 приходится 2000—3000 личинок,
можно представить, какое количество спор выделяется в воду из
трупов погибших насекомых. Столь же обычна микроспоридия
Plistophora chironomi Debaisieux, образующая в крупных личин-
ках Camptochironomus tentans цисты, содержащие огромные ко-
личества спор размером 6—7X4 мк, на поверхности которых в
воде образуется слизистый покров толщиной до 2 мк. Этот воз-
будитель не обладает видовой специфичностью в отношении хозя-
ев и встречается также в личинках Prodiamessa olivacea Meig.,
обитающих в тихих заводях реки Дубравки. Подобные же споры,
но без слизистого покрова имеет Nosema cheisini Weiser, парази-
тирующая в жировом теле того же хозяина и в личинках АЬ-
labesmyia lentiginosa Fries. Микроспоридия Thelohania asterias
Weiser имеет споры co слизистым покровом; восьмерки спор пара-
зита заключены в общую сферическую желатиноподобную обо-
лочку. На срезах жирового тела видны споры неправильногруше-
видной формы, панспоробласты диаметром 12—14 мк. В воде
слизистая оболочка разбухает и диаметр панспоробластов увели-
чивается до 40 мк. Слизь удерживает споры в панспоробласте;
удельный вес панспоробластов с разбухшим слизистым покровом
близок к весу воды. В реке возбудитель из погибших личинок
Chironomus nynchoides разносится далеко по течению. Заражение
личинок хозяина происходит в скоплениях водорослей (Spirogyra
и др.), образующих в реке специфические очаги, в которых и про-
исходит новое заражение личинок.
Для насекомых, живущих в проточных водах, характерны ми-
кроспоридии, имеющие палочковидные споры. Octosporea chirono-
mi Weiser имеет лишь слегка изогнутые палочковидные споры, ле-
жащие по 8 в шаровидных панспоробластах, которые заполняют
жировое тело Camptochironomus tentans. Белые цисты паразита
в теле личинки хорошо видны и снаружи. По внешнему виду бо-
лезнь сходна с бактериальной, ее диагноз возможен гистологи-
ческим путем или по мазкам, окрашенным по Гимза, когда в спо-
рах окрашиваются 1 или 2 ядра. Споры данной микроспоридии
отличаются от имеющих почти такую же длину спор Bacillidium
bacilliforme Leger et Hesse из Endochironomus juncicola Kieffer
тем, что в них отсутствует прочный манубриум, типичный для ро-
да Mrdzekia, и их ядра неудлиненные и без желобка, как у пос-
леднего вида. Bacillidium tetrasporum Leger et Hesse из личинок
Tanytarsus имеет по 4 споры в пайспоробласте. У Mrdzekia bre-
vicauda Lfcger et Hesse паразита жирового тела Chironomus plu-
mosus L. n Ch. anthracinus Zett. споры имеют на одном конце ко-
роткий тупой хвостовой отросток, который образуется как вырост
споры еще при созревании споронтов. Вначале он мягкий, эла-
стичный, позднее затвердевает. Споры необычно длинные, 16—
22 мк при ширине 1,5—2 мк.
540
Микроспоридия Toxoglugea chironomi Debaisieux из Chirono-
mus sp. имеет споры, изогнутые полукругом, размером 6—7х
Х1,5 мк при высоте дуги 3—4 мк, расположенные по 8 в пан-
споробластах, как пальцы рук при рукопожатии. Близкий вид
Т. vibrio L6ger et Hesse поражает жировое тело личинок двукры-
лых из рода Ceratopogon, в теле которых образует белые цисты,
заполненные дуговидно изогнутыми спорами.
Два вида микроспоридий — Spiroglugea octospora Leger et
Hesse из личинок Ceratopogon sp. и Nosema sphaeromiadis Wei-
ser из личинок Sphaeromias sp. — имеют волнообразно изогнутые
споры и в Европе существенно снижают численность популяций
этих неприятных жалящих двукрылых.
Болезни личинок мошек. Из личинок мошек известно много
видов микроспоридий, заметных по просвечивающим сквозь
кожный покров белым цистам. Следует сказать, что присутствие
этих легко обнаруживаемых цист в жировом теле личинок от-
влекало внимание исследователей от выявления возможных бо-
лезней кишечника или других органов этих насекомых. Посколь-
ку личинки мошек живут в быстротекущих водах, у поражающих
их микроспоридий обычно нет палочковидных спор, так как такие
споры не могли бы приставать к личинкам мошек в необходимых
для заражения количествах'. Интересно, что у некоторых видов
микроспоридий, паразитов мошек, споры имеют развитый сли-
зистый покров, а у других видов поверхность спор гладкая, и
они быстро оседают на дно.
Nosema stricklandi Jirovec с грушевидными спорами поража-
ет жировое тело личинок Simulium ornatum Meig. и S. costatum
Fried. Поверхность спор заметно винтообразно деформирована,
слизистый чехол не образуется.
В некоторых местностях в мае было установлено, что зараже-
но 10,% личинок этих мошек последнего возраста.
Из 3 видов рода Thelohania, паразитирующих в личинках мо-
шек, 2 вида имеют сильно закругленные па концах споры, у вида
Th. bracteata Strickland они мельче, чем у Th. varians L6ger.
Третий вид Th. fibrata Strickland имеет яйцевидные споры и мно-
гочисленные тератоспоры. Вокруг спор и панспоробластов этой
микроспоридии образуется слизистый чехол толщиной до 2 мк.
Микроспоридии Plistophora debaisieuxi Jirovec и Р. simuli Lutz
et Splendore образуют крупные панспоробласты, в которых из
многоядерных плазмодиев появляются массы спор. Последний вид
встречается в двух формах; одна с бесформенными, крупными и
многочисленными панспоробластами, вторая форма (мультиспо-
ра) с шаровидными панспоробластами, содержащими по 32
и 64 споры. Вокруг панспоробластов и спор этих 2 микроспори-
дий также образуются слизистые чехлы.
1 Заражение личинок происходит при профнльтровываннн ими воды со
взвешенными в ней спорами микроспоридий.— Прим. ред.
541
Микроспоридии поражают личинок многих видов мошек и
встречаются в течение всего года, хотя некоторые имеют более
ярко выраженный весенний максимум развития (N. stricklandi),
а другие—-летний максимум.
Caudospora simulii Weiser — паразит жирового тела личинок
Simulium latipes Meig.— имеет споры с устойчивым слизистым
чехлом и с боковыми пластинками, в плоскости которых сплю-
щена спора, имеющая вид сдвоенного семени тмина. На конце
споры выдается длинный саблевидный придаток в виде рукоятки,
достигающий длины 14—24 мк, при размере самой споры 4,5—
5X5 мк. В споре находится только один зародыш, но в перед-
нем конце споры при окрашивании видны 2 шаровидные гранулы
и выступающие из них 2 короткие нити. Хвостовой придаток, об-
разующийся на споробластах, вначале мягкий и эластичный, по-
степенно выпрямляется и становится упругим. Паразит вызывает
образование в жировом теле личинок разрастающихся цист, ко-
торые в отличие от других микроспоридий деформируют тело за-
раженных личинок мошек. На поверхности цисты образуется од-
нослойный покров, состоящий из клеток эпителия, заполненных
бурыми пигментированными зернышками и циста просвечивает
через кожный покров как рубиново-красное образование, в ко-
торое врезаются межсегментные перегородки. Болезнь относитель-
но легко определить и макроскопически. Максимум распростра-
нения болезни в апреле-—мае.
Рост опухолей в теле личинки нарушает нормальные пропор-
ции полости тела, что вызывает изменение концентраций нейросек-
реторных гормонов в теле личинки. Это тормозит развитие личи-
нок, которые растут, но не созревают, что проявляется в сохране-
нии личиночных признаков у куколок. В динамике популяции
мошек пораженные личинки отстают в развитии, и поэтому в пе-
риод окукливания неожиданно резко возрастает процент зара-
женных личинок. Так, при первоначальном заражении в популя-
ции 0,1 % личинок этот показатель, постепенно возрастающий до
1—10%, в период окукливания в течение недели достигает 100%.
После отрождения личинок мошек следующего поколения среди
них можно обнаружить зараженных личинок, оставшихся от пре-
дыдущего поколения. Пораженные личинки погибают через 10—
14 дней после окукливания здоровых. Слабозараженные личин-
ки часто окукливаются. Микроспоридии из взрослых мошек не-
известны. Только Th. columbaczense Weiser была найдена в ку-
колках и в теле сформировавшихся, но еще не вышедших из куко-
лок мошек Simulium columbaczense Schonb. Заражение личинок
этой мошки происходит на дне Дуная на глубине 2 м и большей.
Микроспоридиозы мух. Микроспоридии, поражающие мух, не-
достаточно изучены. К числу типичных паразитов относятся ми-
кроспоридии из рода Octosporea. Octosporea muscaedomesticae
Flu поражает стенки кишечника в задней половине средней киш-
ки комнатной мухи, а также мальпигиевы сосуды и часть задней
542
Рис. 67. Цикл развития Caudospora simulii:
/ — схизонт; 2—5 — автогаметы; 6—16 — спорогония, развитие плазмодия; 17 — 16 — распад
плазмодия на панспоробласты; /9—2/— двуядерный споробласт; 22—25 — дифференциация
ядных придатков; 26—35 — различные детали строения спор.
кишки в месте впадения в нее сосудов. Обильно выделяемые
мухами экскременты, в которых содержатся сгустки отделивших-
ся от кишечного эпителия пораженных клеток, способствуют бы-
строму и широкому распространению этой болезни. Яйца, откла-
дываемые зараженными самками, также загрязняются с поверх-
ности спорами паразита. Помимо комнатной мухи, эта микроспо-
ридия поражает и личинок Drosophila confusa St.
Микроспоридия Octosporea monospora Chatton et Krempf об-
наружена в кишечном эпителии D. confusa St. и Homalomyia sca-
laris Fabr. От предшествующего вида она отличается несколько
меньшими спорами. При проникновении этого паразита в изоля-
торы с искусственно разводимыми дрозофилами болезнью пора-
жается до 90%' особей, однако нет данных о смертности от нее
насекомых. Помимо указанных видов, в комнатной мухе парази-
тируют и другие микроспоридии, еще недостаточно изученные.
Крамер [145] описал из кишечника Muscina assimilis Fallen вид
Thelohania thompsoni co спорами длиной 3—3,7 мк и шириной
1—1,8 мк. Другой вид микроспоридии со спорами размером
5,6—6X2—3 мк, которую Фантам и Портер [69] первоначально
описали как Octosporea muscaedomesticae, это, по-видимому, так-
же Thelohania и заражает личинок Calliphora vomitoria L., С. ery-
throcephala Meig. и Musca domestica. Фантам и Портер [69] в ис-
следованном ими материале обнаружили и других микроспори-
дий, но не дали им названий, и эти виды были описаны Вейзером
[350] по данным названных авторов. Toxoglugea calliphorae с сер-
повидными спорами поражает кишечник, мальпигиевы сосуды и
жировое тело Calliphora erythrocephala и С. vomitoria.
В том же хозяине обнаружены микроспоридии Spiroglugea
porterae Weiser и Telomyxa niuscarum Weiser. Значение этих па-
разитов для хозяев может быть установлено лишь после деталь-
ных исследований, и, в частности, в опытах с искусственным за-
ражением, поскольку авторы указывают, что у личинок болезнь
протекает очень быстро и уже на третий день после заражения
в кишечнике появляются споры паразита [69]. Весьма вероятно,
что эти заболевания существенно снижают численность личинок
мух в почве, как это в общем установили Фантам и Портер при
изучении причин гибели мух, искусственно разводимых для ры-
боловов.
Микроспоридиозы блох. Известно лишь 3 случая заражения
блох микроспоридиями. Размеры спор у обнаруженных" микро-
споридий одинаковы, и, поскольку, эти 3 формы недостаточно про-
верены методом искусственного заражения, их временно объеди-
нили в один вид Nosema pulicis Noller.
Названная форма была выделена Неллером из блохи Cteno-
cephalides canis Curtis, разводимой на собаках в Берлине. Размер
яйцевидных спор паразита 2,5—5X1,5—2 мк.
Вейзер обнаружил в блохе Archaeopsylla erinacei ВоисЬё в
ЧССР микроспоридию со спорами размером 2—2,3X1—1,5 мк.
544
Корке [137] описал ее как Nosema pulicis, а Кудо [160] пере-
именовал в N. ctenocephali Kudo микроспоридию со спорами слег-
ка изогнутой, почковидной формы, длиной всего 1,5 мк, обнару-
женную в блохе Ctenocephalides felis ВоисЬё в Индии. Все эти
паразиты сходны тем, что поражают кишечный эпителий, мальпи-
гиевы сосуды и жировое тело блох. Для N. pulicis отмечено и
проникновение в яичники и передача возбудителя через заражен-
ное яйцо [243]. В опытах Неллера с искусственным заражением
достигалось 100%-ное заражение блох. Пораженные личинки блох
белого цвета и подавляющее большинство их погибает перед
окукливанием. Мертвые личинки, поедаемые здоровыми, являют-
ся источниками инфекции, так же как и богатые кровью экс-
кременты блох, кормящихся на теплокровных животных. Подан-
ным Неллера, болезнь поражала до 6% взрослых блох, а по
данным Корке — до 17%. В материале Вейзера возбудитель был
обнаружен в 1 блохе из 7 исследованных. В гнездах птиц, в ко-
нурах собак и в других местах, где постоянно лежат или ночу-
ют теплокровные животные, создаются паразитоценозы, в кото-
рых микроспоридии могут передаваться личинкам от взрослых
блох и постепенно снижать численность популяции хозяина до
такой плотности, при которой дальнейшее распространение бо-
лезни неэффективно. Каждое такое гнездо, конура и т. п. может
быть очажком с различными возбудителями и разной степенью
охвата заболеванием. Очень возможно, что описанные выше
три болезни блох вызываются тремя самостоятельными видами
микроспоридий, различающихся по хозяевам и по развитию бо-
лезни.
Указатель литературы
1. A b d е 1 Malek A., S t е i n h a u s Е. A., J. Parasit., 34, 452—453, 1948.
2. Allen II. W., Ann. Ent. Soc. Amer., 47, 407—424, 1954.
3. A 11 e n II. W., Brunson M. IL, J. Econ Entomol., 38, 393, 1945.
4. Allen H. W., Brunson M. IL, Science, 105, 394, 1947.
5. А ста у po в Б. Л., Ованесян Т. Г., Лобжанидзе В. Л., Докл.
ВАСХНИЛ, 3, 44—51, 1952.
6. А с т а у р о в Б. Л., В сб.: Инфекционные и протозойные болезни полезных
и вредных насекомых, 63—93, Москва, 1956.
7. Bailey L., Nature, 171, 212, 1953.
8. Bailey L„ Bee World, 34, 171—172, 1953.
9. Bailey L„ Bee World, 34, 136—137, 1953.
10. Bailey L., Bee World, 35, 111—113, 1954.
11. Bailey L., Proc. R. Ent. Soc. London, 29, 119—123, 1954.
12. Bailey L„ Bee World, 36, 121—125, 1955.
13. Bailey L., Parasitology, 45, 86—94, 1955.
14. Bailey L., Ann. Appl. Biol., 43, 379—389, 1955.
15. Bailey L„ J. Insect Pathol., 1, 347—350, 1959.
16. Balbiani G„ C. R., Acad. Sci., 95, 1168—1171, 1882.
17. Balbiani G., Lemons sur les Sporozoaires, 184 pp., Paris, 1884.
18. Беднякова H. А., Верейская В. H., ДАН СССР, 122, 737—740. 1958.
19. Беднякова Н. А., Верейская В. Н., ДАН СССР, 125,1386—1389,
1959.
35 Я- Вейзер
545
20. В lu nek H., Trans. IX. Int. Kongr. Entom., Amsterdam, 1951, 432—438,
1952.
21. Blunck H., Z. angew. Entom., 36, 316—333, 1954.
22. Blunck H., Proc. XIV. Int. Congr. Zoology, Copenhagen, 1953/1956, 344,
1956.
23. Borchert A., Die seuchenhaften Krankheiten der Honigbiene, 98 pp., Ber-
lin, 1926.
24. В о r c h e r t A., Arch. f. Bienenk, 9, 115, 1928.
25. Bresslau E., Buschkiel M., Biol. Zentralbl., 39, 325—336, 1919.
26. В rug S. L., Arch. f. Protistenk., 35, 127—138, 1914.
27. C a n n i n g E. LJ., Parasitology, 43, 287—291, 1935.
28. Canning E. E., Rivista di Malariologia, 34, 1—3, 39—50, 1957.
29. Canning E. L). J. Insect. Pathol., 4, 237—247, 1962.
30. Canning E. U., J. Insect Pathol., 4, 248—256, 1962.
31. Gaullery M„ Mesnil F„ C. R. Acad. Sci., 129, 606—609. 1899.
32. Gaullery M., Mesnil F., Arch. Zool. Ехрёг. Gen., 4, 101—180, 1905.
33. Gmejla H. E., Amer. Bee I., 95, 12—13, 1955.
34. Gmejla H. E., Amer. Bee I., 95, 52—53, 1955.
35. Codrcanu R„ C. R. Acad. Sci., 253, 1613—1615, 1961.
36. Co net A., La Cellule, 41, 181—202, 1932.
37. Crawley H., Proc. Acad. Nat. Sci. Philad., 1906, 158—161, 1906.
38. Cumber R. A., Proc. R. Ent. Soc. London, 24, 119—127, 1949.
39. С apek M., О b r t e 1 R., Weiser J., Lesnickt) casopis, IV, 46—70, 1958.
40. D a m b a c h J., Landw. Ib., Bern, 526—529, 1928.
41. Debaisieux P., La Cellule, 30, 47—79, 1915.
42. Debaisieux P., C. R. Soc. Biol., 82, 867—869, 1919.
43. D e b a i s i e u x P„ Ann. Soc. Sci., Bruxelles, 46, 594—601, 1926.
44. Debaisieux P., C. R. Soc. Biol., 96, 1404—1405, 1927.
45. Debaisieux P., La Cellule, 38, 389—450, 1928.
46. Debaisieux P., C. R. Soc. Biol., 107, 913—915, 1931.
47. Debaisieux P., G a s t a 1 d i L.. La Cellule, 30, 187—213, 1919.
48. D i s s a n a i к e A. S., J. Protozoal., 2, 4, 1955.
49. D i s s a n a i к e A. S., Canning E. U., Parasitology, 47, 92—99, 1957.
50. Do by J. M„ Saguez F„ C. R. Acad. Sci., 259, 3614—3617, 1964.
51. Doflein F., Zool. Jb., Anat., 11, 281—350, 1898.
52. Doflein F., Die Protozoen als Parasiten und Krankheitserreger, 274 pp.,
Jena, 1901.
53. Doflein F., Lehrbuch der Protozoenkunde, 4 Aufl., 1190 pp., Jena, 1916.
54. Donhoff D., Leuckart R., Bienen Zeit., 13, 66—67, 72, 1857.
55. DOnhoff D., Leuckart R., Bienen Zeit., 13, 199, 1857.
56. Donhoff D., Leuckart R., Bienen Zeit., 13, 210, 1857.
57. Dunkerly J. S., Centralbl. Bad. (1)., Orig., 62, 136—137, 1912.
58. Elson J. A., Amer. Nat., 67, 283—285, 1933.
59. F a n t h a m H. B., South Afr. J. Sci., 17, 131—135, 1902.
60. F a n t h a m H. B., Proc. Zool. Soc. London, 108, 689—705, 1939.
61. Fantham H. B., Porter A., Proc. Zool. Soc. London, 1911, 625—626,
1911.
62. Fantham H. B., Porter A., Ann. Trop. Med. Paras., 6, 145—161, 1912.
63. Fantham H. B., Porter A., Ann. Trop. Med. Paras., 6, 163—195, 1912.
64. Fantham H. B., Porter A., Ann. Trop. Med. Paras., 6, 197—214, 1912.
65. T antham H. B., Porter A., Proc. Cambridge Philos. Soc., 16, 1912.
66. F a n t h a m H. B., Porter A., Rep. 82nd Meet. Brit. Assoc. Adv. Sci.,
p. 515—516, 1913.
67. F a n t h a m H. В., P о r t e r A., Ann. Trop. Med. Paras., 7, 569—579, 1913.
68. Fantham H. B., Porter A., Ann. Trop. Med. Paras., 8, 623—638, 1914.
69. Fantham H. B., Porter A., Proc. Zool. Soc. London, 130, 153—168,
1958.
70. Fantham H. B., Porter A., Parasitology, 33, 186—208, 1941.
71. Farrar C. L., Gleanings Bee Cult., 70, 660—661, 1942.
72. Fischer E., Landw. Jb., Bern, 529—531, 1928.
546
73. Flu P. C., Centralbl. Bact. (1), Orig., 57, 522—535, 1911.
74. F о a A., Atti R. Ac. Lincei Roma (5), 33, 97—100, 1924.
75. Foa A., Boll. Lab. Zool. Portici, 17, 147, 1924.
76. Fox R. W„ Weiser J., J. Parasitol., 45, 21—30, 1959.
77. Frenzel J., Arch. mikr. Anat., 26, 229—306, 1885.
78. Frenzel J„ Jen. Zeit. Naturw., 27, 283—285, 1892.
79. Garnham P. С. C., Symp. Soc. Gen. Microbiology, V. sect., 191—206, 1955.
80. Gar nh am P. С. C., Bull. World Health Org., 15, 845—847, 1956.
81. Georgfevitch J., Bull. Soc. Zool. France, 42, 99—107, 1917.
82. Georgevitch J., Gias. srb. Ac. Bel., 56, 3—33, 1926.
83. Georg ё vi t ch J., C. R. Acad. Sci., 182, 102—104, 1926.
84. Georgevitch J., Arch. Zool. exp. gen., 66, 1—21, 1927.
85. Geor gSvitch J., C. R. X-e Congr. Int. Zool., Budapest, p. 896—902, 1927.
86. Gerig S., Weitere BeitrSge zur Kenntnis der WiderstandsfShigkeit der Da-
uerformen von Nosema apis, Berlin, Dissert., 27 pp., 1934.
87. G i b b s A. J., Parasitology, 43, 143—147, 1953.
88. G i b b s A. J., Parasitology, 46, 48—53, 1956.
89. Girtler R., Bienen-Vater, Wien, 59, 35—38, 1927.
90. Go nt ar ski H., Dtsch. Bienenwirtschaft, V, 162—164, 1954.
91. Gontarski H., Dtsch. Bienenwirtschaft, V, 185—188, 1954.
92. Gontarski H., Arzneimittel Forsch., 4, 161—168, 1954.
93. Горбачев С., Опытная пасека, 7—8, 1926.
94. Graham-Smith, Fantham, Bullemore, Malden, I. Board of
Agriculture, vol. XIX, 2, 1912, Suppl. XX, 10, 1913.
95. Grassi B., Mem. Classe di sci. fis. etc., 3, 299—505. 1901.
96. Gunther S., Z. ang. Zool., 42, 397—408, 1956.
97. Gunther S., Z. PflPathol. u. Pflschutz, 65, 534—535, 1958.
98. GOnther S., Nachrichtenbl. f. Dtsch. Pflanzenschutzdienst, 13, 19—21,
1959.
99. Giinther S., Z. angew. Entomol., 46, 209—212, 1960.
100. H a 11 1. M., J. Parasit., 38, 48—52, 1952.
101. Hall 1. M„ J. Parasit., 38, 487—491, 1952.
102. Hall I. M„ Hilgardia, 22, 535—565, 1954.
103. Henrard C., Rev. Zool. Bot. Afr., 19, 226—231, 1930.
104. Hesse E., C. R. Soc. Biol., 55, 495—496, 1903.
105. Hesse E., C. R. Acad. Sci., 137, 418—419, 1903.
106. Hesse E., C. R. Soc. Biol., 57, 570—571, 1904.
107. Hesse E., C. R. Soc. Biol., 57, 571—572, 1904.
108. Hesse E., C. R. Assoc. France avanc. sci., 33, 917—919, 1905.
109. Il er tig M., J. Parasit., 9, 109, 1923.
110. Huger A., Trans. 1st Int. Conf. Insect Pathol., Praha, 319—322, 1958.
111. Huger A., Z. PflPathol. u. Pflschutz, 67, 65—67, 1960.
112. Huger A., J. Insect Pathol., 2, 84—105, 1960.
113. X а ханов А. И., В сб.: Инфекционные и протозойные болезни полезных и
вредных насекомых, 130—152, Сельхозгиз, Москва, 1956.
114. Хахаиов А. И. В сб.: Инфекционные и протозойные болезни полезных и
вредных насекомых, 153—176, Сельхозгиз, Москва, 1956.
115. Chatton Е., Bull. soc. path, exot., 4, 662—664, 1911.
116. Chatton E., Krempf A., Bull. soc. zool. France, 36, 172—179, 1911.
117. Chorine V., Centralbl. Bakt., 1. Abt. Orig., 117, 86—89, 1930.
118. Christophers S. R., Rep. to the Malaria Comm. R. Soc., 4th sen, 20 pp..
1901. ,
119. Ivanic M., Arch. f. Protistenk., 56, 63—89, 1926.
120. Ivanic A., La Cellule, 45, 291—324, 1917.
121. Iyengar M. О. T., Trans. 7th Congr. Far East Ass. Trap. Med., 136—142,
1927.
122. Iyengar M. О. T., Abstr. Pap. 7th Congr. Far East Ass. Trap. Med., 93,
1927.
123. Jauch C., J a u c h A. N., Ann. soc. cient., Argentina, 145, 307—321, 1948.
124. Jettmar H. M., Acta Tropica, 4, 193—208, 1947.
35*
547
125. Jirovec О., Vest. Cs. spol. zool., 4, 1—75, 1936.
126. Jirovec O., Zool. Anz., 130, 123—127, 1940.
127. Jirovec O., Priroda, 36, 1—6, 1943.
128. Jirovec O., Zool. Anz., 142, 173—179, 1943.
129. Jordan R., Deutscher Imker, 49, 152—158, 1936.
130. Karmo E., Morgenthaler O., Bee World, 20, 57—58, 1939.
131. Kellen W. R., Mosquito News, 22, 87—95, 1962.
132. Kellen W. R., Lipa J. J., J. Insect Pathol., 2, 1—12, 1960.
133. Kellen W. R., Wills W., J. Insect Pathol., 4, 321—326, 1962.
134. Kellen W. R., Wills W., /. Insect Pathol., 4, 41—56, 1962.
135. Ko egel A., Arch f. Bienenk., 9, 179—183, 1928.
136. Koehler A., Zool. Anz., 53, 85—87, 1921.
137. К о г к e V. T., Indian I. Med. Res., 3, 725—730, 1961.
138. Kotldn A., Int. Corn Borer Invest. Sci. Repts., 1, 174—178, 1928.
139. Krall J. L„ Iowa State Coll. S. Sci., 25, 276—277, 1951.
140. Kramer J. P., J. Insect Pathol., 1, 297—303, 1950.
141. Kramer J. P. Trans. Amer. Mier. Soc., 78, 336—343, 1959.
142. Kramer J. P., J. Insect Pathol., 1, 25—33, 1959.
143. Kramer J. P., Entomophaga, 4, 37—42, 1959.
144. Kramer J. P., I. Insect Pathol., 2, 433—439, 1960.
145. Kramer J. P., J. Insect Pathol., 3, 259—265, 1961.
146. Krieg A., Centralbl. Bakt., II, 108, 535—538, 1955.
147. Krieg A., Naturwiss., 43, 186, 1956.
148. Kudo R„ Zool. Anz., 41, 368—371, 1913.
149. Kudo R., Bull. Imp. Serie. Exp. Sta., Tokyo, 1, 31—51, 1916.
150. Kudo R., J. Parasit., 5, 141—147, 1918.
151. Kudo R., J. Parasit., 6, 178—182, 1920.
152. Kudo R., Trans. Illinois St. Acad. Sci., XIII, 298—303, 1920.
153. Kudo R., J. Parasit., 7, 85—90, 1921.
154, Kudo R., J. Morph., 35, 153—193, 1921.
•155. Kudo R„ J. Parasit., 7, 137—143, 1921.
156. Kudo R., Trans. Amer. Mier. Soc., 40, 59—74, 1921.
157. Kudo R„ J. Parasit., 8, 70—77, 1922.
158. Kudo R., I. Parasit., 10, 22—24, 1923.
159. Kudo R., Arch. f. Protistenk., 49, 147—162, 1924.
160. Kudo R., Biol. Monograph., 9, pp. 268, 1924.
161. Kudo R., J. Parasit., 11, 84—89, 1924.
162. Kudo R„ J. Silk. Ind., Tokyo, 67, 37—55, 1925.
163. Kudo R., Centralbl. Bakt., Abt. I. Orig., 96, 428, 1925.
164. Kudo R., Science, 61, 366, 1925.
165. Kudo R„ Biol. Bull., 48, 112—127, 1925.
166. Kudo R., Arch. f. Protistenk., 67, 1—10, 1929.
167. Kudo R., Arch. f. Protistenk.. 69, 23—38, 1930.
168. Kudo R., Microsporidia, Chapt. 33 in: Hegner V., Andrew J., Problems and
methods ol research in protozoology, 1930.
169. Kudo R., J. Parasit., 24, 377, 1938.
170. Kudo R., J. Parasit., 27, pp. 32, 1941.
171. Kudo R„ J. Morphol., 71, 307—333, 1942.
172. Kudo R., I. Morphol., 73, 265—279, 1943.
173. Kudo R., Illinois Biol. Monographs, 20, 1—83, 1944.
174. Kudo R., Protozoology, 3d ed., 778 pp., Ch. C. Thomas, Springlield, 1946.
175. Kudo R„ Daniels E. W., I. Protozoal., 10, 112—120, 1963.
176. Kudo R., De Goursey J., I. Parasit., 25, 17, 1939.
177. Kudo R., De Goursey J., J. Parasit., 26, 123—125, 1940.
178. Kulagin N„ Zool. Anz., 21, 469—471, 1898.
179. Lamborn W. A., Parasitology, 13, 213, 1921.
180. Labbe A., Sporozoa, Das Tierreich, Lief. 5, 180 pp., 1899.
181. Laird M., I. Protozoal., 6, 37—45, 1959.
182. Leblanc L., La Cellule, 41, 1—14, 1931.
548
183. Leger L„ C. R. Acad. Sci., 131, 712—724, 1900.
184. Leger L., Ann. Univ. Grenoble, 21, 210, 1909.
185. Leger L., Trav. Lab. Hydrobiol. Pise. Univ. Grenoble, 18, 3pp. (sep.), 1<926.
186. Leg-er L., C. R. Acad. Sci., 182, 727—729, 1926.
187. Leger L., Duboscq O., Bull, class, sci. Acad. Royal Beige, 8, 885—902,
1909.
188. Leger L., Hagenmiiller С., C. R. Ass. France Avanc. sci., 26, 552—555,
1897.
189. Leger L., Hesse E„ C. R. Soc. Biol., 58, 92—94, 1905.
190. Leger L., Hesse E., C. R. Acad. Sci., 150, 411—414, 1910.
191. Leger L., Hesse E., C. R. Soc. Biol., 79, 345—348, 1916.
192. Leger L., Hesse E„ C. R. Soc. Biol., 79, 1049—1053, 1916.
193. Leger L., H es se E., C. R. Acad. Sci., 173, 1419—1421, 1921.
194. Leger L„ Hesse E„ C. R. Acad. Sci., 174, 327—330, 1922.
195. Leger L., Hesse E., Trav. Lab. Hydrobiol., Pise. Univ. Grenoble, 14,
49—56, 1924.
196. Leydig F., Arch. Anat. Physiol, wiss. Med., p. 186—191, 1863.
197. Lindner P., Wochenschr. f. Brauerei, 38, 147, 1921.
198. Lipa J. J., Wiadomosci parazytoL, 3, 461—466, 1957.
199. Lipa J. J., Acta Parasitol. Polonica, V, 560—584, 1957.
200. Lipa J. J., Prace Inst. Ochrony Rosl'in, 5, 103—175, 1963.
201. Lipa J. J., M a r t i g n о n i M. E., J. Insect Pathol., 2, 396—410, 1960.
202. Lipa J. J., S t e i n h a u s E. A., J. Insect Pathol., 1, 304—308, 1959.
203. Lipa J. J., Steinhaus E. A., Acta Parasitol. Polonica, 10, 1962.
204. Lom J., Vdvra J., Wiadomosci parazytoL, 7, 828—832, 1961.
205. Lom J., Vivra J., Acta Protozool., 1, 81—90, 1963.
206. Lom J., V a v r a J., Vest. Cs. spol. zool., 27,_ 4—6, 1963.
207. Lotmar R., Schweiz. Bienen-Zeitung, 59, 33—36, 100—104, 1936.
208. Lotmar R., Mitt. Schweiz. Ent. Gesell., 18, 361—373, 1941.
209. Lotmar R., Schweiz. Bienen-Zeitung, 66, 68—80, 1943.
210. Lotmar R., Schweiz. Bienen-Zeitung, 67, 17—19, 1944.
211. Lutz A., Splendore A., Centralbl. Bakt., (I) Orig., 33. 150—157, 1903.
212. L u t z A., S p 1 en d о r e A., Centralbl. Bakt., (I), Orig., 35, 645—650, 1904.
213. Lutz A., Splendore A., Centralbl. Bakt., (1) Orig., 46, 311—315, 1908.
214. Maassen A., Mitt. kais. biol. Anst. Dahlem, H. 12, 45—51, 1912.
215. Mach ay M. L., Acta Veter. Hungarica, VII, 11—18, 1957.
216. Mach ay M. L., Folia Entom. Hungarica, X, 359—363, 1957.
217. Mackinnon D. L., Parasitology, 4, 28—38, 1911.
218. McCoy E. E., J. N. Y. Entom. Soc., 55, 51—55, 1947.
219. Marchoux E., Salimbeni A., Simond L., Ann. Inst. Pasteur, 17,
665—731, 1903.
220. Marchoux E., Simond P. L., Ann. Inst. Pasteur, 20, 16—40, 1906.
221. Martini Ch., Z. PflPathol. u. Pflschutz, 62, 551—552, 1955.
222. Марченко И. П., В сб.: Инфекционные и протозойные болезни полезных
и вредных насекомых, 190—206, Сельхозгиз, Москва, 1956.
223. Maser а Е., Ann. Sperim. Agrar., Roma, 29, 129—133, 1938.
224. Ma sera E., Mem. R. Accad. Sci. Arti, Padova, 54, 8 pp. (sep.), 1938.
225. Maser a E., Mem. R. Accad. Sci. Arti, Padova, 54, 7 pp. (sep.), 1938.
226. Maser a E., Agricoltura delle Venezie, Padova, 1—14, 1956.
227. Maser a E., Agricoluta delle Venezie, Padova, 1—14, 1957.
228. Maser a E., L'Agricolture Italiana, LVII, 1—8, 1957.
229. Mattes O., Ztschr., wiss. Zool., 132, 526—582, 1928.
230. M ек л e н б у p ц ев a T. А., В сб.: Инфекционные и протозойные болезни
полезных и вредных насекомых, 206—209, Сельхозгиз, Москва, 1956.
231. Mercier L„ С. R. Soc. Biol., 60, 1081—1083, 1906.
232. Mercier L., Arch. f. Protistenk., 11, 372—381, 1908.
233. Mesnil F., Bull. Inst. Pasteur, 3, 401—409, 1905.
234. Michailoff A. S., Arch. f. Bienenk., 9, 89—114, 1928.
549
235. M i n c h i n E. A., An introduction to the study of the Protozoa with speci-
al reference to the parasitic forms, 520 pp., London, 1912.
236. M i s s i г о 1 i A., Riv. Malarial., Roma, 7, 1—3, 1928.
237. M i s s i г о 1 i A., Riv. Malarial., Roma, 8, 393, 1929.
238. Morgenthaler O., Schweiz. Bienenzeitung, 1—10, 1927.
239. M о r g e n t h a 1 e r O., Schweiz. Bienenzeitung, 62, 86—92, 154—162, 205—
215 1939.
240. Nageli P., Bot. Zeitung, 15, 760—761, 1857.
241. Naville A., Mem. Soc. Phys. Hist. Nat., Geneve, 41, 1—233, 1931.
242. Nicholson A. J., Quart. J. Mier. Sci., 65, 396—448, 1921.
243. N611 er W., Berl. Klin. Woch., 49, 524—525, 1912.
244. NO Iler W., Arch. f. Protistenk., 25, 386—424, 1912.
245. Noller W„ Arch. f. Protistenk., 34, 295—335, 1914.
246. NO 11 er W., Arch. f. Protistenk., 41, 169—189, 1920.
247. Ohshima K„ Ann. Zool. Jap., XI, 235—243, 1927.
248. О shim a K„ J. Zool. Tokyo, 47, 607—626, 1935.
249. Ohshima K-, Parasitology, 29, 220—224, 1937.
250. Omori J., Arb. kais. Gesundh., 40, 108—122, 1912.
251. Orosi P. Z., Tudomanyes Tarsasao Munkdi, IV, 107—109, 1931.
252. Ованесян T. T., Лобжанндзе В. И., В сб.: Инфекционные и про-
тозойные болезни полезных и вредных насекомых, 177—189, СХГ, Моск-
ва, 1956.
253. Ованесян Т. Т., Лобжанндзе В. И., Труды Инет. Морфологии жи-
вотных АН СССР, 21, 184—215, 1968.
254. Paillot А., С. R. Soc. Biol., 81, 66—68, 1918.
255. Pai Hot A., C. R. Soc. Biol., 81, 187—189, 1918.
256. P a i 11 о t A., C. R. Soc. Biol., 108, 504, 1924.
257. Pai Hot A., C. R. Soc. Biol., 90, 501—503, 1924.
258. Pai Hot A., C. R. Soc. Biol., 90, 1255—1257, 1924.
259. Pai Hot A., C. R. Acad. Sci., 185, 673, 1927.
260. P a i 11 о t A., C. R. Soc. Biol., 99, 81—83, 1928.
261. Paillot A., Arch. Anat. Mier. Paris, 25, 212—230, 1929.
262. Pai Hot A., C. R. Soc. Biol., 127, 1138—1140, 1938.
263. Pai Hot A., C. R. Soc. Biol., 135, 1041—1043, 1941.
264. Pai Hot A., Ann. Epiphyt., 7, 99—117, 1941.
265. Pasteur L., Etudes sur la maladie des vers a soie. 1,322 pp., Gauthier,
1870.
266. P6rez С., C. R. Soc. Biol., 65, 631—633, 1908.
267 Pfcrez C., Proces-verb. Sci. Soc. Bordeaux, Annee 1908—1909, 17—19, 1909.
268. ’ Pfeiffer L., Zeit. Hyg., 3, 469—486, 1883.
269. Pfeiffer L., Die Protozoen als Krankheitserreger, NachtrSge, 122 pp.,
Jena, 1895.
270. Phillips E. F., USDA Circ. 287, 34 pp., 1923.
271. Poisson R„ C. R. Acad. Sci., 178, 664—667, 1924.
272. Poisson R., Arch. Zool. Exp. Gen., 69, 55—63, 1928.
273. Poisson R., Arch. Zool. Exp. Gen., 67, 129—137, 1928.
274. Poisson R., Arch. Zool. Exp. Gen., 82, 30—35, 1940.
275. Poisson R., Sous-embranchement des Cnidosporidies, V. In: Grassfc, Traite
de Zoologie, I, 2, 1006—1088, 1953.
276. Поярков E. Ф., Шелководство, 87 стр., Сельхозгиз, Москва, 1940.
277. Поярков Е. Ф., В сб.: Инфекционные и протозойные болезни полезных и
вредных насекомых, 108—129, Сельхозгиз, Москва, 1956.
278 Попов И. И., Мануйлова Н. С., Русск. журнал троп, медицины, 8,
43—49, 1926.
279. Porter A., Proc. Zool. Soc., London, 123, 253—257, 1953.
280. Poyarkoff E., Ann. Inst. Pasteur, 56, 584—596, 1936.
281. Quatrefages A. de, Mem. Acad. Sci. inst. imper. France, 30, 1—1640,
1860.
282 Rapsch I., Ztschr. Parasitenk., 14, 426—431, 1950.
283. Ross R„ J. Hyg., 6, 101—108, 1906.
550
284. Rosicky В., Vest, Cs. spol. zool., 15, 219—234, 1951.
285. Rosick^ B., Weiser J., Entomol. listy, 14, 145—153, 1951.
286. Scholtysek E., Danneel R., Dtsch. entomol. Ztschr., 9, 471—476, 1962.
287. Schuberg A., Rodriguez C., Arb. kais. Gesundh., 50, 122—132, 1915.
288. Schwarz I., Z. Morphol. Oekol. Tiere, 13, 665—705, 1929.
289. S h i w a g о P., Zool. Anz., 34, 1909.
290. Shortt H. E., Swaminath C. S., Ind. J. Med. Res., 12, 181—183, 1924.
291. Silvestri F., Acta pontif. Acad. Sci., Roma, 9, 77—89, 1945
292. Simond P. L., C. R. Soc. Biol., 25, 1334—1337, 1903.
293. Sprague V., Ramsay J. I., Parasit., 28, 399—406', 1942.
294. Stammer H. J., Proc. XIV. Int. Congr. Zoology, Copenhagen, 349—358
1956.
295. Steinhaus E. A., Hughes К. M., J. Parasit., 35, 67—74, 1949.
296. Stempell W., Arch. f. Protistenk., 16, 281—358, 1909.
297. Strickland E. H., Biol. Bull., 21, 302—338, 1911.
298. Strickland E. H., J. Morphol., 24, 43—102, 1913.
299. Tanada Y., Proc. Hawaiian Entom. Soc., 15, 167—175, 1953.
300. Tanada Y., Proc. Hawaiian Entom. Soc., 15, 609—616, 1955.
301. Thomson H. M., J. Parasit., 41, 416—423, 1955.
302. Thomson H. M., Can. Entomol., 90, 694—696, 1958.
303. Thomson H. M., Can. J. Zool., 36, 310—316, 1958.
304. Thomson H. M., Can. J. Zool., 36, 500—512, 1958.
305. Thomson H. M., Can. J. Zool., 37, 218—221, 1959.
306. Thomson H. M., Can. J. Zool., 38, 643—644, 1960.
307. Thomson H. M., J. Insect Pathol., 2, 346—385, 1960.
308. Thomson H. M., Smirnoff W., Can. J. Zool., 38, 438—439, 1960.
309. Thomson J. G., Trans. Soc. Trop. Med. Hyg., London, 29, 6, 1935.
310. Тимофеева E. P., В сб.: Инфекционные н протозойные болезни полез-
ных н вредных насекомых, 210—219, Сельхозгнз, Москва, 1956.
311. Trager W., J. Parasit., 23, 226—227, 1937.
312. Trappmann W., Z. Arb. Reich. Land-u. Forstw., 11, 609—615, 1923.
313. Veber J., Cs. Parasitologie, III, 181—185, NCSAV, Praha, 1956.
314. Veber J., Vest. Cs. spol. zool., 21, 187—188, 1957.
315. Veber J., Vest. Cs. spol. zool., 21, 189—192, 1957.
316. Veber J., Trans. 1st Int. Conf. Insect Pathol., Praha, 301—313, 1958.
317. Veber J., J a sic J., J. Insect Pathol., 3, 103—111, 1961.
318. Vittadini C„ Atti Inst. Lomb., 1, 360—363, 1859.
319. Weissenberg R., Arch. f. Protistenk., 54, 431—467, 1926.
320. Weiser J., Zool. Anz., 140, 126—128, 1943.
321. Weiser J. Zool. Anz., 141, 255—264, 1943.
322. Weiser J., Vest. Cs. spol. zool., 10, 273—292, 1946.
323. Weiser J. Vest. Cs. spol. zool., 10, 245—272, 1946.
324. Weiser J., Ann. Parasitol., 22, 11—15, 1947.
325. Weiser J., Ргйсе Mor. prlr. spol., 18, 1—64, 1947.
326. Weiser J., Vest. Cs. spol. zool., 11, 297—303, 1947.
327. Weiser J., Vest. Cs. spol. zool., 15, 219—234, 1951.
328. Weiser J., Zool. Entom. listy, 15, 252—264, 1953.
329. Weiser J., Cnidosporidia, V: Jirovec, Protozoologie, pp. 350—380, 1953.
330. Weiser J., Predb. zpr. Vest. Cs. spol. zool., 16, 228, 1953.
331. Weiser J., Vest. Cs. spol. zool., 16, 199—212, 1953.
332. Weiser J, Sbor. CSAZV, I, 87, 171—174, 1954.
333. Weiser J., Vest. Cs. spol. zool., 18, 217—224, 1954.
551
334. Weiser J., Roc. Cs. spol. entom., 3, 61—76, 1955.
335. Weiser J., Vest. Vs. spol. zool., 19, 374—380, 1955.
336. Weiser J. Cs. parasitologe, III, 203—209, NCSAV, Praha, 1956.
337. Weiser J., Krankheiten der Insekten und ihre Benutzung zum Kampfe ge-
gen Schadlinge, In: Probleme der Parasitologie, 160—164, Berlin, 1956.
338. Weiser J., Cs. parasitologie. III, 193—202, NCSAV, Praha, 1956.
339. Weiser J., Z. f. PflKrankh. u. Pflschutz, 63, 193—197, 1956.
340. Weiser J., Z. f. PflKrankh. u. Pflschutz, 63, 625—638, 1956.
341. Weiser J. Vest. Cs. spol. zool., 21, 65—82, 1957.
342. Weiser J., Z. angew. Entom., 40, 509—525, 1957.
343. Weiser J., Cs. parasitologie, IV, 359—367, NCSAV, Praha, 1957.
344. Weiser J., Z. angew. Entom., 41, 43—45, 1957.
345. Weiser J., Vest. ~Cs. spol. zool., 22, 10—12, 1958.
346. Weiser J., Insect Pathol., 1, 52—59, 1959.
347. Weiser J., Vest. Cs. spol. zool., 24, 74—78, 1960.
348. Weiser J., Vest. Cs. spol. zool., 24, 196—198, 1960.
349. Weiser J., J. Insect Pathol., 3, 324—329, 1961.
350. Weiser J., Z. angew. Entom., Beiheft 17, 140 pp., 1961.
351. Weiser J., Trans. 1st Int. Conf. Protozoology, Praha, 1961.
352. Weiser J., Agronomski Glasnik, 538—539, 1962.
353. Weiser J., Zool. Anz., 170, 226—230, 1963.
354. Weiser J. Sporozoan infections. Insect Pathology, II, 291—334, Academic
Press, New York, 1963.
355. Weiser J., Veber J., Zool. a entom. listy, 3, 55—68, 1954.
356. Weiser J., Veber J., Cs. parasitologie, II, 191—199, NCSAV, Praha,
1955
357. Weiser J., Veber J., Z. angew. Entom., 40, 55—70, 1957.
358. White G. F., Nosema disease, USDA Bull., 780, 59 pp., 1919.
359. White G. F. USDA Bull., 92, 8 pp., 1914.
360. White G. F„ Anat. Record, 26, 359, 1923.
361. Wiswanathan D. К., В h a t H. R., В. J. Nat. Malaria Soc., 7, 207—211,
1948.
362. Zander E., Ilandbuch der Bienenkunde. II. Krankheiten und Schadlinge
der erwachsenen Bienen, Stuttgart, 42 pp., 1911.
363. Zander E., Erlang. Jb. Bienenk., Berlin, 5, 107—125; 6, 171—191,
1927—1928.
364. Z w 0 1 f e r W., Verh. Dtsch. Ges. angew. Entom., Berlin, 98—107, 1927.
CILIATA PERTY —РЕСНИЧНЫЕ ИНФУЗОРИИ
Этих простейших можно отнести к возбудителям болезней на-
секомых лишь с определенными оговорками. Развитие многих ви-
дов ресничных инфузорий связано с насекомыми: они обитают
на поверхностях их тела, используя его лишь как субстрат, к ко-
торому они прикрепляются своими стебельками.
Лейрд изучал несколько видов ресничных на личинках кома-
ров и установил, что, кроме затруднения движения, обрастание
личинок этими простейшими не причиняет хозяину никакого вреда.
Ряд других видов ресничных попадает с пищей в пищевари-
тельный тракт насекомых и очень длительное время находится
там. Для некоторых видов ресничных инфузорий кишечник ли-
552
чинок насекомых представляет собой благоприятную жизненную
среду, а постоянное присутствие в кишечнике насекомых позволя-
ет инфузориям случайно проникать и в гемолимфу хозяина, где
они удерживаются и неоднократно обнаруживались.
К наиболее ранним сообщениям о таких инвазиях относится
информация Ламборна, обнаружившего ресничную инфузорию в
полости тела и в анальных придатках личинок Aedes scutellaris
Walker. Последующими наблюдениями и исследованиями Кор-
лисса [1, 2] было установлено, что имеется два вида ресничных,
из которых Tetrahymena stegomyiae Keilin типичен для полости
тела личинок комаров, а Т. chironomi Corliss обитает в теле мо-
тылей. Первый вид грушевидной формы, длиной 60—100 мк, с
25—30 рядами ресничек, образует на поверхности тела личинок
широкие диаметром 35 мк цисты, в оболочке которых хорошо
видно сильно преломляющее свет тельце диаметром 1,5 мк, по-
видимому, полюс сократительной вакуоли. Маспратт [7, 8] нахо-
дил эту ресничную инфузорию в гемолимфе многих личинок ко-
маров, обитающих в воде, скапливающейся в дуплах деревьев.
Хозяевами этого вида являются Aedes haworthi, A. marshalli,
A. fulgens, A. aegypti, A. calceatus, A. metallicus, Culex decens и
C. nebulosus. По наблюдениям Маспратта, простейшие, сидящие
на поверхности тела личинок комаров, проникали внутрь тела,
прорывая его кутикулу. В гемолимфе личинок ресничные инфузо-
рии в массе размножаются и заполняют всю полость тела. После
длительной болезни пораженная личинка погибает.
Опыты с Tetrahymena pyriformis — одним из обычных сво-
бодноживущих видов, в культуре которого воспитывались личин-
ки комаров, не дали положительных результатов.
Несомненно, имеются штаммы простейших, развитие которых
может происходить только в теле насекомого-хозяина. Паразит
проникает в жировое тело и уничтожает его. После гибели хозяи-
на паразит сразу же покидает его через кожный покров и быст-
ро проникает в тело нового хозяина. При таком способе перехода
сохраняются паразитические свойства простейшего. Культивиро-
вание таких штаммов на искусственной среде снижает их пато-
генность.
Tetrahymena chironomi Corliss по форме очень похожа на
предшествующий вид. Тело грушевидное, размером 40x23 мк, с
24—28 расположенными вдоль рядами ресничек, оно лишено уд-
линенной каудальной реснички и сгустков гранул у конца тела.
У краев ротового отверстия оканчиваются два ряда ресничек, из
которых правый образует ротовые органеллы. Весь цикл разви-
тия этой ресничной инфузории, включая конъюгацию, проходит в
гемолимфе личинок мотыля [1]. Попав в кишечник личинки, пара-
зит (как и предыдущий вид) через стенки кишечника попадает
в гемолимфу, где размножается и постепенно переходит в жиро-
вое тело, проникая между его клетками. Здесь ресничные инфу-
зории питаются и медленно разлагают жировое тело, не дефор-
553
мируя его. Болезнь длится почти в течение всего периода разви-
тия личинки, а гибель наступает через 5—6 недель. Корлисс [1]
установил, что во Франции эта болезнь очень часто встречает-
ся у личинок Chironomus plumosus L. Из более чем 2000 про-
смотренных личинок 8,7%' оказалось зараженными. Некоторыми
авторами болезнь отмечалась и раньше, но ее возбудителем оши-
бочно считали обычный, сапрофитный вид Tetrahymena pyrifor-
mis [6,9]- Данных о специфичности паразита для определенных
хозяев в литературе не имеется.
Следует полагать, что для первичного проникновения реснич-
ной инфузории в тело насекомого необходим определенный вспо-
могательный фактор, стрессор. При изучении этих паразитов не-
обходимо учитывать, что такая возможность наиболее вероятна
при линьке насекомых, при временно создавшихся анаэробных
условиях в водоемах, при пересылке образцов и наконец при ме-
ханическом повреждении личинок при их вылове.
В литературе есть сообщения об искусственном заражении на-
секомых путем инъекции в их тело чистых культур ресничных
инфузорий.
Львов [6] вводил чистую культуру Tetrahymena pyriformis гу-
сеницам большой вощинной моли и установил, что это простейшее
размножается в гусенице и вызывает ее гибель. Янда и Иировец[4]
изучали патогенность чистых культур Т. pyriformis для разных
хозяев и установили, что для кольчатых червей, моллюсков, рако-
образных, земноводных и рыб культура не была инфекционной,
но для 14 испытанных видов насекомых инъекции культуры этой
инфузории оказались смертельными. Паразит вначале появлялся
только в гемолимфе, а затем проникал в жировое тело, разлагал
его, после чего хозяин погибал. При проведении этих опытов у
заражаемых насекомых не обнаружили каких-либо защитных ре-
акций, концентрации лимфоцитов и т. п. Позднее Эрхард [3]
изучала действие чистых культур других ресничных инфузорий
(Paramecium caudatum Ehrb., Р. bursaria Ehrb., Colpoda steini
Maupas, Colpidium colpoda Ehrb., Tetrahymena pyriformis Ehrb.,
T. vorax K. L. et С., T. parasitica Penn., Spirostomum teres C. et
L.) при их инъекции насекомым. В качестве хозяев были исполь-
зованы личинки и жуки Cetonia aurata L., Melolontha melolont-
ha L., Amphimallon solstitialis L., Geotrupes stercorarius L., Pis-
sodes pini L., Silpha atrata L., Carabus convexus L., C. viola-
ceus L., Tenebrio molitor L., взрослые особи прямокрылых Carau-
suis morosus Brunn, Tettigonia viridissima L., Decticus verrucivo-
rus L., Oedipoda coerulescens L., Stenobothrus lineatus Panz., гу-
сеницы и бабочки Nymphalis io L., Aglais urticae L., Lymantria
dispar L. и клопы Pyrrhocoris apterus L. и Pentatoma rufipes L.
Насекомые большинства видов, которым была впрыснута густая
суспензия промытых ресничных инфузорий, погибали через
7—20 дней после заражения, но имелись и отдельные случаи вы-
здоровления.
554
В гусеницах названных бабочек особенно интенсивно и быстро
развивалась ресничная инфузория Colpoda steini, вызывая гибель
гусениц уже через 5 дней. Однако, как только происходила линь-
ка гусеницы, простейшие полностью из нее исчезали. Такое же яв-
ление наблюдалось при последней линьке гусеницы перед окукли-
ванием и после вылета бабочек из куколок. Инъекция суспензии
простейших насекомому после линьки или такому, в котором воз-
будителя уже не было, также вызывало гибель. Гибель палочни-
ков Carausius morosus после инъекции наступала через 17—21
день, но смертность не превышала 50%. Инъекция палочнику сус-
пензии Colpoda steini, нагревавшейся в течение 45 минут при
50° С, не создала какоготлибо иммунитета, а инъекция суспензии
живых ресничных инфузорий этого вида вызвала гибель насеко-
мых через 24 часа. Выжившие после первой инъекции единичные
особи палочника погибли после повторной инъекции им вирулентг
ной культуры ресничных инфузорий.
Некоторым особям палочника, выжившим после их заражения
С. steini была впрыснута суспензия Tetrahymena vorax; в процес-
се развития болезни у них обнаружились и ресничные инфузории
первого вида С. steini, которые за 5 дней до того полностью ис-
чезали из тела этих палочников. Двойное заражение вызвало гиг
бель палочников через 10 дней.
Ресничные инфузории Paramecium caudatum Ehrb., Р. bursa-
ria Ehrb. и Spirostomum teres C., L. оказались неспособными раз-
виваться в новой для них среде — в теле насекомых — и не вызы-
вали заболевания последних, хотя в течение нескольких дней
циркулировали в гемолимфе. Остальные испытанные виды инфузо-
рий размножались в гемолимфе, проникали в жировое тело, вы-
зывали разложение тканей, и это приводило к гибели насекомых.
В связи с приведенными выше данными о специализации к
комарам и комарам-дергунам ресничных инфузорий из рода Te-
trahymena важное значение имеют наблюдения над изменениями
разных видов ресничных инфузорий в результате инъекции их
разным насекомым-хозяевам. По данным Эрхард [3], у Colpoda
steini эти изменения ограничились некоторым увеличением тела
(32,25 мк из насекомых при 28,20 мк из культуры). Пелликуляр-
ные серебристые фибриллы остались неизменными, а особи, пере-
несенные из гемолимфы насекомых в культуру, вновь приобрели
нормальные размеры.
Аналогичным образом у Colpidium colpoda наблюдалось лишь
увеличение объема тела и образовались темные вытянутые ва-
куоли в задней части.
Заметные изменения в структуре тела после перенесения в на-
секомых появились у Tetrahymena parasitica Keiiin, Т. pyrifor-
mis Ehrb., T. vorax K. L. et C.
У первых двух видов в ряде случаев наблюдались диссо-
циация, расщепление первоначальных фибриллярных структур,
нарушалась правильность движения фибрилл, они стали сильнее
555
или слабее изгибаться и раздвоились. На некоторых участках
структура фибрилл была полностью нарушена, они приобрели
форму, отличающуюся от нормальной, присущей особям из куль-
туры. Следет учитывать возможность подобных изменений и у ви-
дов, находимых в природе.
Заражение насекомых другими простейшими путем их инъек-
ции в гемолимфу приводит обычно лишь к временному их выжи-
ванию в гемолимфе. Такие случаи известны для Astasia quartana,
Toxoplasma gondi и других видов.
Указатель литературы
1. Corliss J., Parasitology, 50, 111—153, 1960.
2. Corliss J., Trans. R. Soc. Trop. Med. Hyg., 55, 149—152, 1961.
3. Erhardovfi B., Cs. biologie, I, 171—174, 1952.
4. J a n d a V., J i г о v e с O., Vest Cs. spol. zool., 5, 34—58, 1937.
5. Keilin D., Parasitology, 13, 216—224, 1921.
6. Lwoff A., C. R. Acad. Sci., 178, 1106—1108, 1924.
7. Muspratt J., J. Ent. Soc. S. Afr., 8, 13—20, 1945.
8. Muspratt J., Parasitology, 38, 107—110, 1947.
9. Treiilard M., Lwoff A., C. R. Acad. Sci., 178, 1761—1764, 1924.
IX. Болезни насекомых, вызываемые
нематодами
Многие исследователи все вредящие насекомым организмы раз-
деляют на возбудителей болезней (микроорганизмы) и паразитов
(личинки перепончатокрылых и двукрылых энтомофагов)1. К па-
разитам относят также нематод и других круглых червей, хотя
литература о паразитах насекомых посвящена только паразити-
ческим и хищным насекомым, а нематодам почти не уделяется
внимания. Следует также учитывать, что нематоды вызывают ги-
бель насекомых совместно с бактериями, проникающими с ними
или вслед за ними в тело насекомых. Кроме того, многие методиг
ки определения, культивирования и применения нематод против
насекомых очень близки к методикам, используемым в микробио-
логии, а потому мало известны и необычны для специалистов,
изучающих энтомофагов.
У нематод, как и у других групп паразитов, существуют са-
мые разные взаимосвязи с насекомыми, от пассивных отношений
до ярко выраженного паразитизма. В тело насекомых проникают
представители четырех классов червей: сосальщики — Trematoda,
ленточные черви — Cestoda, нематоды — Nematoda и волосатики —
Nematomorpha.
Для представителей двух первых классов червей насекомые
являются лишь промежуточными хозяевами и переносчиками воз-
будителей гельминтозов позвоночных животных. Среди предста-
вителей двух последних классов имеются подлинные паразиты на-
секомых, развивающиеся в насекомых, которые являются их глав-
ными и единственными хозяевами.
Trematoda—сосальщики
Trematoda1 2 проникают в насекомых преимущественно в ста-
дии церкарии (cercaria — хвостатая личинка) и метацеркарии.
Эти паразиты встречаются чаще всего в водных насекомых, в ли-
чинках поденок, ручейников, веснянок, мотылях и т. п. Когда цер-
карии в массе выходят из пораженных ими водных улиток, они
передвигаются в водоеме во всех направлениях и внедряются в
1 Поскольку паразитические энтомофагн (двукрылые, перепончатокрылые),
развивающиеся в других насекомых, в конце периода паразитической жизни вы-
зывают гибель хозяина, что вообще паразитам несвойственно, таких энтомофа-
гов принято называть не паразитами, а паразнтоидами. — Прим. ред.
2 В настоящее время класс сосальщиков разделен на два самостоятельных
класса — моногенетическне (Monogenea) и дигенетнческие (Digenea). Разбирае-
мые Я- Вейзером паразиты относятся к классу Digenea. — Прим. ред.
557
разные тела, встречающиеся на их пути. Они оседают на под-
водных частях стеблей растений, проникают в кожный покров
рыб, активно Проникают через кутикулу кожных покровов насе-
комых и. остаются под ними, утрачивая перед этим свой ластО'-
видный хвостовой придаток, с помощью которого они передвига-
ются в воде. Из церкарий образуется метацеркария (церкария,
инцистированная в промежуточном хозяине), которая округляет-
ся, окружает себя слоем своих особых выделений и превращает-
ся в цисту, на поверхности которой отлагается еще один слой из
веществ, выделенных хозяином-насекомым. В таком очень проч-
ном и устойчивом к внешним воздействиям чехле метацеркария
остается весь период развития данной стадии. Когда рыба или
птица съедают насекомое, содержащее такие цисты, они заража,-
ются гельминтом.
Большие потери в птицеводстве привлекли внимание птицево-
дов к сосальщику Proslhogonimus pellucidus Linst., вызывающе-
му у кур, в кишечник которых с пищей попали метацеркарии, тя-
желые воспаления яичников и яйцеводов. Болезнь проявляется в
том, что несушки несут недоразвитые яйца и часто погибают.
Переносчиками метацеркарий являются личинки стрекоз (на-
пример, Cordulia аепеа). Метацеркарии часто встречаются в но-
гах личинок поденок. Проникшие в насекомых метацеркарии не
причиняют этим промежуточным хозяевам сколькоглибо сущест-
венного вреда. За счет организма насекомого образуется лишь
внешняя оболочка цисты, в которой паразит находится до конца
жизни промежуточного хозяина.
Cestoda—лентецы
Аналогичной метацеркарии у лентецов стадией, протекающей в
насекомых, является стадия цистицеркоида. Цистицеркоиды похо-
жи на шарообразный мешочек, в который ввернута головка лен-
теца с развитыми присосками, а в некоторых случаях и с крючь-
ями. Чаще всего это лентецы из отряда Cyclophyllidea, паразити-
рующие в позвоночных животных. Промежуточными хозяевами
обычно бывают разные виды жуков (Carabidae, Silphidae, Der-
mestidae, Scarabaeidae, Tenebrionidae), которые пожирают трупы
основных хозяев солитеров или их экскременты, где бывают яйца
лентецов. Цистицеркоиды лентецов обычно расположены в ма-
лозаметных пленчатых мешочках в участках полости тела, прилег
Бающих к внешним стенкам кишечника жука. Промежуточные
хозяева солитеров, как правило, являются обычной пищей основ-
ного хозяина этих паразитов. Подобным же образом в насекомых
проникают и личиночные стадии скребней, промежуточными хо-
зяевами которых являются личинки пластинчатоусых жуков. Круг
говорот этих червей на пастбищах происходит по цепи — от диких
кабанов к свободно пасущимся свиньям и от последних к свиньям
в свинарнике и на ограниченных выгульных площадках.
558
Nematodes—нематоды
Нематод можно обнаружить в самых различных частях тела
насекомых. Они могут находиться на наружных частях тела, рас-
полагаясь скоплениями в межсегментных складках, под надкрыль-
ями или в изгибах половых сегментов. Нематоды проникают и
внутрь тела ‘насекомых, проходя через их пищеварительный
тракт; иногда в кишечнике насекомых присутствуют лишь опре-
деленные стадии развития нематод, а остальные стадии живут
свободно в почве. Другие виды, наоборот, всю жизнь проводят в
кишечнике насекомых. Такие виды иногда наносят насекомым оп-
ределенный ущерб, но иногда не поражают и не уничтожают ор-
ганы их тела. В некоторых группах нематод имеются виды, про-
никающие внутрь тела насекомых, где они достигают половой
зрелости, откладывают яйца, и отрождающиеся из них личинки
выходят из тела насекомых, причем у последних незаметно ника-
ких признаков поражения, и их жизнеспособность, продолжитель-
ность жизни и плодовитость также не снижаются. Во многих слу-
чаях связь таких нематод с насекомыми настолько тесна, что эти
виды нематод утрачивают характер свободноживущих круглых
червей. Поскольку такие виды обычно не оказывают никакого воз-
действия на гонады хозяина, их и следует считать почти безвред-
ными комменсалами.
Подлинными патогенами насекомых являются нематоды из
групп Mermithidae, Nematomorpha,1 Steinernematidae, отродив,-
шиеся личинки которых проникают в тело насекомого-хозяина,
растут и развиваются в ущерб его органам и в конечном итоге
выходят наружу, оставляя в теле хозяина отверстия, через кото-
рые проникают бактериальные инфекции, губительные для хозяи-
на. Подобные повреждения приводят к тому, что каждая пора-
женная нематодой особь погибает, не закончив своего развития.
При заражении насекомых нематодами из сем. Mermithidae
гибель хозяина наступает через относительно длительное время
(не ранее чем через месяц после инвазии), однако болезни, вы-
званные нематодами из сем. Steinernematidae, приводят к гибели
уже через 24—48 часов. В этих случаях гибель насекомых вызы-
вается развитием бактерий, занесенных в тело хозяина немато-
дами, которые затем развиваются на бактериальной культуре в
теле погибшего насекомого. В таких случаях нематоды выполня-
ют роль живых шприцев, прокалывающих кожные покровы насег
комых и вводящих бактериальную инфекцию.
Кристи предложил разделить нематод, встречающихся в насе-
комых, на 3 группы: 1) виды, живущие только в пищеварительном
тракте; 2) виды, являющиеся переходными от свободноживущих
нематод к паразитическим, способные жить в кишечнике насеко-
1 Nematomorpha пе относятся к нематодам, а представляют самостоятель-
ный класс в типе круглых червей (Nemathelminthes) наряду с классом нематод
(Nematodes). — Прим. ред.
559
мых, но развивающиеся и в трупах погибших насекомых, с чере-
дующимися свободным и паразитическим поколениями; 3) ви-
ды, паразитирующие за счет тканей и жидкостей самого хозяина
и обитающие в полости его тела или в других органах.
Цвалувенбург [89] дает аналогичную классификацию, а Фи-
липьев и Шурманс-Стекховен считают энтомопатогенными только
те виды нематод, которые живут в кишечнике или в тканях тела
насекомых. Нас интересуют прежде всего те виды нематод, ко-
торые вызывают гибель своего хозяина-насекомого, а остальные
лишь для выяснения вопроса, почему они не обладают такой
патогенностью, хотя и живут внутри тела насекомого. Здесь нет
возможности уделить внимание всем даже наиболее важным ви-
дам нематод, имеющим те или иные связи с насекомыми, так как
их насчитывается более 1000. Подлинно энтомопатогенных видов
нематод известно не более 50.
Форма тела нематод. Нематоды — это круглые в поперечном
сечении, длинные черви, с хорошо различимыми головным и хво-
стовым концами тела. Их размеры колеблются от микроскопи-
чески мелких форм до нитевидных червей, достигающих длины
15 см *. Размеры тела нематод колеблются в зависимости от их
возраста, развития внутренних органов и условий, в которых они
развивались. Большинство видов нематод — раздельнополые, у
самцов хвостовой конец тела крючковидно подогнут. Вся поверх-
ность тела нематод покрыта плотной кутикулой, у большинства
видов гладкой, у некоторых с заметными продольными и кольце-
выми бороздками. Под кутикулой лежит слой продольных под-
кожных мышц. Поверхность кутикулы у большинства стадий раз-
вития хорошо смачивается водой и лишь у некоторых масляни-
стая и поэтому несмачивающаяся. Помимо хвостового отростка,
тело нематод не имеет каких-либо заметных придатков. У самцов
кожный покров вокруг полового отверстия вдавлен между двумя
мышцами, образуя совокупительную сумку (bursa copulatrix), ко-
торая у некоторых видов особенно заметно развита. На поверх-
ности тела нематод бывают разбросаны разнообразные волоски,
щетинки и папиллы. Щетинки обычно выступают из губ ротового
отверстия; они соединены с отростками нервного кольца и выпол-
няют сенсорные функции, сигнализируя нематоде о состоянии ок-
ружающей среды, о наличии пищи и т. п. Некоторые щетинки си-
дят на папиллах, иногда папиллы находятся на месте щетинок,
главным образом вокруг ротового и полового отверстий. В послед-
нем случае щетинки и папиллы образуют кайму по краям поло-
вого отверстия, доходящую до хвостового конца нематоды. Из
других наружных органов тела нематод следует указать амфиды
(боковые органы чувств) и фазмиды.
1 Длина 15 см — предельна для паразитов насекомых. Аскариды, развиваю-
щиеся у млекопитающих, значительно крупнее — китовая аскарида имеет длину
около 80 см. — Прим. ред.
560
Рис. 68. Головные концы тела основных типов нематод:
Л — тиленхоидный тип; Б — рабднтоидный тип; В — афеленхоидный тнп; Г — днплогасте-
роидный тнп; Д — штейиернсматондный (неоаплектанондиый) тип; Е — окснуроидный тнп.
Сокращения: в—бульбус пищевода; с—корпус пищевода; i — сужение пищевода; h — спин-
ной вывод пищевода; тс — метакорпус; п — нервное соединение; р — губы; рс — прокорпус;
s — стилет; z—клапан пищевода.
Амфиды1 — маленькие парные железы, расположенные в пе-
редней части тела нематод, впадающие в губы ротового отвер-
стия. Предполагается, что они имеют функции органов вкуса,
хеморецепторов. Фазмиды — мелкие ямочки, или углубления по
бокам хвостового конца тела, являющиеся выходами предхвосто-
вых желез. Фазмиды имеют определенное значение в таксономии
данного класса червей. По их наличию или отсутствию отличают
группу Phasmida, нематод, у которых они развиты, от группы
Aphasmida, у которых их нет. Обе эти группы нематод различают-
ся, конечно, и по другим признакам, главным образом по уст-
ройству ротового аппарата, пищевода и кишечника.
Ротовой аппарат у большинства нематод образован шестью
чередующимися большими и меньшими губами таким образом,
что ротовое отверстие имеет форму треугольника. Ротовое отвер-
стие переходит в короткую цилиндрическую ротовую полость,
выстланную хитином. У основания ротовой полости — телосто-
мы — открывается узкий канал пищевода. У многих видов пищевод
закрыт зубцом, который примыкает сбоку к хитиновой выстилке.
Иногда через пищевод проходит копье (стилет), которым нема-
тода прокалывает поражаемое растение. Пищевод начинается ци-
линдрическим участком (corpus), а затем переходит в малый
мускулистый средний бульбус, который сужается в узкий участок,
называемый перешейком, воронкообразно расширяющимся в лу-
ковицевидный кардиальный бульбус. Это мускульная часть, иног-
да снабженная небольшим зубчиком, функции которой измель-
чать пищу перед ее поступлением в кишечник. За кардиальным
бульбусом начинается мешковидный кишечник, проходящий до
хвостового конца тела. В заднем отделе кишечник стягивается в
узкое окончание и открывается анальным отверстием, имеющим
форму поперечной щели.
1 Амфнды характерны для свободноживущих нематод. — Прим. ред.
36 Я. Вейзер
561
Половые органы нематод. Как уже указывалось, большинство
видов нематод раздельнополые, т. е. имеются самки и самцы.
Гермафродитные, обоеполые особи наблюдаются лишь в редких,
особо специфических ситуациях. Половые органы у самцов и са-
мок образуют пары трубочек, которые впадают в общий вывод-
ной канал, открывающийся наружу. У самцов семяизвергательный
канал впадает в анальную область кишечника и образуют с ней
общую клоаку. У самок половое отверстие расположено чаще все-
го посредине длины тела и имеет отдельный выход.
Половые органы самцов состоят из двух, а иногда лишь из
одного трубчатых семенников, расположенных на вентральной
стороне, вблизи начала кишечника. В узком пространстве тела
нематоды один из семенников лежит глубже, так что они распо-
ложены друг за другом. Сперма образуется в дистальной, верхней
части семенников, перемещается вниз и поступает в семяпровод
(vas deferens), затем в нижний отдел семяизвергательного кана-
ла (ductus ejaculatorius) и далее в слегка расширенный семенной
пузырек (vesicula seminalis). Сперматозоиды не имеют жгутика,
они сферической формы и передвигаются амебоидными движе-
ниями. У выхода семяизвергательного канала на сильных мыш-
цах укреплены склеротированные копуляционные органы: две
серповидные спикулы с закругленной рукояткой (manubrium), к
которой прилегает мускулистый выступ и губернакулум (guberna-
culum) в форме воротничка. В средней части дуговидно изогну-
тых спикул имеется пленчатая складка — велюм (velum). Ворот-
никовидный губернакулюм укреплен в кутикуле нематоды и на-
правляет движение спикул.
Яичник нематоды образует длинный, конусовидный орган с
тупым концом, в котором постепенно формируются яйца. В ряде
случаев концы яичников загибаются назад, в других случаях они
прямые. Яичники переходят в яйцеводы, тонкостенные трубочки,
по которым яйца поступают во вместительную непарную матку.
Объем мускулистой матки соответствует количеству сформиро-
вавшихся яиц. Иногда в ней содержится 3—4 яйца, иногда 30—
40, а в самках нематод из рода Mermithidae до нескольких ты-
сяч и даже десятков тысяч яиц. Овиэктор, как зажимом, отделя-
ет матку от влагалища, которое сообщается с внешней средой.
Вульва, снабженная сильными мышцами, закрывает снаружи
влагалище, чаще заметно выступая на гладкой ровной поверхно-
сти тела нематоды. Самки откладывают яйца, в которых уже
прошло или еще не прошло дробление; у некоторых видов личин-
ки отрождаются из яиц еще во влагалище и через вульву выхо-
дят наружу. Иногда самка вначале откладывает яйца, затем ли-
чинки начинают отрождаться еще во влагалище, наступает про-
цесс яйцеживорождения, и в конечном итоге этот процесс у ос-
лабленной самки замедляется настолько, что личинки отрождают-
ся из яиц еще в матке. В этом случае вышедшие из яиц личинки
проникают во все ткани тела самки, убивают ее, и тело самки
562
превращается в цисту, в которой личинки переживают опреде-
ленный неблагоприятный период *.
Соотношение самцов и самок у энтомопатогенных нематод ко-
леблется в зависимости от вида. В подавляющем большинстве
случаев соотношение полов равно примерно 1 : 1. У некоторых ви-
дов самцы встречаются очень редко, и яйца развиваются без оп-
лодотворения. В тех случаях, когда развитие нематод происхо-
дит в неблагоприятных для них условиях, в популяции преобла-
дают самцы.
Развитие нематод. В процессе развития от яйца до взрослой
стадии нематоды проходят несколько личиночных стадий, и про-
исходит соответственное число линек. При линьке старая кутику-
ла личинки отделяется от живого синцитиального слоя кутикулы.
Экзувиальная жидкость проникает между слоями старой и новой
кутикулы, размягчает старую оболочку, которая растягивается до
размеров тела личинки следующего возраста. Одновременно на
поверхности синцитиального слоя линяющей личинки образуется
новая кутикула, затем старая шкурка разрывается у ротового от-
верстия, и личинка ее сбрасывает. Рост личинки происходит в
период, когда под старой кутикулой еще формируется новая.
В результате дробления и дальнейшего развития в яйце об-
разуется первая рабдитоидная* 2 личинка, которая покидает скор-
лупу яйца. У некоторых видов личинка проходит первую линьку
еще в теле самки, так что вышедшие наружу личинки являются
уже личинками 2-го возраста, причем оба возраста — рабдитоидные
личинки с коротким пищеводом и малозаметным медианным
бульбусом, очень близки по морфологии к роду Rhabditis. В тех
случаях, когда личинка проходит первую линьку уже после выхода
из самки, старая шкурка остается на личинке 2-го возраста в ви-
де чехла, плотно прилегающего к поверхности тела личинки.
Такие личинки в чехле не питаются, и старая шкурка защища-
ет их от резких перемен осмотического давления и частично от
высыхания. Эти личинки являются инвазионными, они выходят из
тела хозяина в окружающую среду в поисках нового хозяина.
Инвазионные личинки в старой шкурке очень устойчивы к дейст-
вию желудочного сока, некоторых химических веществ, холода и
повышенных температур. Они могут голодать в течение нескольких
недель, если находятся в условиях соответствующей влажности и
аэрации (в почве, в мхах, в растениях). У некоторых видов нема-
тод имеются «качающиеся» личинки (Winklarven), которые выпол-
зают на предметы, выступающие над общей поверхностью, при-
крепляются к ним концом тела, а остальной, свободной, большей
частью тела совершают колебательные движения то в одну, то в
другую сторону в ожидании нового хозяина.
J Это наблюдается у растительноядных нематод рода Heterodera, например
у свекловичной нематоды. — Прим. ред.
2 Похожая на нематоду рода Rhabditis. — Прим. ред.
36*
563
Инвазионные рабдитоидные личинки при следующей линьке
сбрасывают обе предыдущие шкурки и вырастают в длинных вы-
тянутых, нитеобразных (филариформных) личинок, с длинным
узким пищеводом и длинным прямым кишечником. Эти личинки
способны развиваться в хозяине: в почве они развиваются очень
быстро в последнюю стадию, размеры которой такие же, как
и у взрослой особи, но их половые органы неразвиты. Из этих
личинок развиваются взрослые нематоды. У нематод некоторых
групп при определенных условиях происходит образование ги-
гантских самок с исключительно большим числом яиц (Neoaplec-
tana). У некоторых видов с развитием яичников тело не увели-
чивается, но яичники вместе с половым аппаратом выворачивают-
ся через вульву наружу и образуют мешковидный орган, который по
размеру перерастает собственно тело самки (Sphaerularia).
Из общих экологических особенностей нематод, живущих в на-
секомых, следует указать, что заражение насекомых нематодами
почти всегда происходит с пищей или водой и лишь в исключи-
тельных случаях иным путем. Заражение нематодами особенно
часто встречается у видов насекомых, обитающих в воде, в почве
или в ходах и полостях в тканях растений, т. е. там, где немато-
дам обеспечена высокая постоянная влажность среды, позволяю-
щая им передвигаться и развиваться вне тела хозяина. Немато-
ды, живущие в ходах короедов, мигрируют вверх или вниз в за-
висимости от степени увлажнения в ходе в данное время.
Систематическое положение нематод, живущих в насекомых.
В насекомых встречаются нематоды из следующих таксономиче-
ских групп:
Phasmida: Tylenchata, Rhabditata, Oxyurata, Spirurata и Fi-
lariata;
Aphasmida: Chromadora и Enoplida.
Нематоды из подотрядов Spirurata и Filariata отряда Phas-
mida встречаются в насекомых лишь в виде личинок в чехлах (не
сбросив первой линочной шкурки). Они находятся в мышечных
тканях или в полости тела насекомого до тех пор, пока последнее
при ближайшем контакте (сосании крови) не передаст их новому
хозяину — позвоночному. Эти нематоды, если инвазия не носит
массового характера, причиняют лишь незначительные поврежде-
ния тканям тела насекомого. Ноэ [43] при изучении нематоды Di-
rofilaria immitis Leidy установил, что она сильно повреждала
клетки эпителия мальпигиевых сосудов комаров Aedes aegypti, в
результате чего наблюдалась высокая смертность комаров. Мош-
ки Simulium damnosum Teobald, зараженные личинками нема-
тоды Onchocerca volvulus Leuck., летали медленнее нормальных,
и среди них также наблюдалась высокая смертность [39]. Писти
[47] отличал повышенную смертность комаров Aedes taeniorrhyn-
chus Wied, и Anopheles quadrimaculatus Say на второй, а затем
на восьмой и десятый день после дачи им крови, содержавшей
Dirofilaria tenuis
564
По нашим данным, гибель насекомых в 1-м возрасте должна
быть связана с септицемиями, которые следуют за проникнове-
нием нематод из кишечника в полость тела. Второй пик смертно-
сти наступает в то время, когда личинки нематод — микрофиля-
рий— уничтожают некоторые ткани при прохождении через тело
насекомого-хозяина.
Нематоды из подотряда Oxyurata живут в насекомых только
в пищеварительном тракте. Заражение происходит яйцами нема-
тод, поглощаемыми насекомыми вместе с кормом. Личинки нема-
тод отрождаются из яиц в средней кишке и с пищей передвига-
ются в задние части кишечника, где они прочно прикрепляются
к стенкам и вырастают во взрослых нематод. Излюбленными ме-
стами для личинок являются слепые отростки и бродильные ка-
меры, в которых обычно происходит переваривание и расщепление
остатков клетчатки. В этих местах у личинок долгоножек нема-
тоды накапливаются в значительных количествах. Ни один из ав-
торов, изучавших нематод этого подотряда в насекомых, не на-
блюдал каких-либо признаков их патогенности для насекомых,
хотя в некоторых случаях в пищеварительном тракте последних
находилось более 300 нематод (например, Gryllophila skrjabitii
Sergejev в медведках [40]). У некоторых видов насекомых эти
нематоды проходят в кишечнике весь цикл развития от личинки
до взрослой особи, как очень часто бывает у тараканов. Пред-
ставляет интерес, что нематоды, скопившиеся в каком-либо участ-
ке кишечника, все одновременно проходят линьку и вместе с эк-
зувиями выходят наружу. У тех видов насекомых, в теле которых
создаются благоприятные для развития нематод условия, как,
например, выросты, в которых задерживается пища, нематоды жи-
вут лишь в личинках, а в пищеварительном тракте взрослых осо-
бей встречаются очень редко. Это верно по отношению к долго-
ножкам, а также к различным жукам. Наряду с выходом нема-
тод из кишечника при линьках их исчезновению из взрослых осо-
бей способствует прежде всего коренная смена пищи.
У насекомых зарегистрировано более 200 видов нематод из
подотряда Oxyurata. Наиболее подробные данные об этих нема-
тодах содержатся в работах Лейбершпергера [40], Скрябина [52].
RHABDITADA CHITWOOD
Этот подотряд содержит нематод, имеющих очень большое
значение для насекомых. Морфологические признаки этих нема-
тод настолько разнообразны, что невозможно дать общую харак-
теристику подотряда, так как у 13 включенных сюда семейств
[53] морфологические признаки колеблются как по степени разви-
тия, так и по систематической значимости. В дальнейшем уделя-
ется внимание семействам Rhabditidae Oerley, Cephalobidae Chit-
wood et Chitwood, Steinernematidae Chitwood et Chitwood и Di-
plogasteridae Steiner.
565
Rhabditidae Oerley
В это семейство входят нематоды с коротким телом и с тремя
или шестью губами, окружающими ротовое отверстие. Ротовая
полость цилиндрическая, пищевод хорошо выражен, посредине с
перехватом; он входит в кардиальный бульбус, снабженный кла-
панами.
Самки с одним или двумя яичниками. У видов, у кото-
рых развит только один яичник, вульва расположена вблизи
анального отверстия, у остальных видов ближе к середине тела.
Крылья совокупительной сумки у самцов развиты в разной степе-
ни, у большинства видов небольшие. Вокруг них обычно высту-
пают 9 пар папилл. Рабдитиды — это моногенетические раздель-
нополые нематоды.
Большое число видов нематод этого семейства живут во влаж-
ной атмосфере па довольно мягкой кутикуле под надкрыльями
жуков, в особенности короедов. Некоторые виды проникают в
складки половых сегментов самцов. При недостатке влаги личин-
ки нематод вынуждены забираться в прямую кишку некоторых
короедов, у ряда видов они доходят даже до среднего участка
кишечника, а несколько видов, например Cryphalus piceae Ratz.
или Crypturgus pusillus GylL, проникают в кишечник и в глубь
мальпигиевых сосудов. Только личинки Parasitorhabditis piniper-
dae Fuchs и P. minoris Fuchs проникают в полость тела короедов
рода Myelophilus и переживают там период диапаузы хозяина,
так как вне его тела для них было бы недостаточно пищи. С нача-
лом дальнейшего активного развития хозяина нематоды покида-
ют его тело, проникают через стенки кишечника и с экскремен-
тами выходят в ходы короеда, где развиваются в древесной тру-
хе, проросшей плесневыми грибами.
Cephaiobidae Chitwood et Chitwood
Ротовое отверстие этих нематод снабжено твердыми хитино-
выми пластинками, заканчивающимися в отверстии пищевода
клапанообразными структурами. Средний бульбус на пищеводе
отсутствует, передняя часть пищевода имеет толстые стенки, а кар-
диальная часть с хорошо выраженным бульбусом, радиальными
мышцами и клапаном. Самцы с характерно расположенными
анальными папиллами, совокупительная сумка отсутствует. Не-
матоды этого семейства имеют толстый кожный покров, предохра-
няющий их от высыхания. В большинстве это комменсалы (род
Panagrolaimus Fuchs). Личинки этих нематод впадают в анабиоз,
прикрепляясь осмотически к телу хозяина маслянистым секретом,
который выделяется через ротовое отверстие. Секрет растекается
по поверхности тела личинки, и силами поверхностного натяже-
ния она прикрепляется к субстрату. В пространстве под накрыль-
ями жуков, насыщенном парами воды, личинки нематод пережи-
566
вают диапазу хозяев, которыми очень часто бывают короеды и
лубоеды. Нематоды этого семейства не являются паразитами насе-
комых.
Steinernematidae Chitwood et Chitwood
Это очень важное в патологии насекомых семейство нематод
состоит только из двух родов, Steinernema Travassos и Neoaplec-
tana Steiner. Номинантный род был описан по ювенильному ма-
териалу, тем не менее систематические признаки свидетельствуют
о том, что этот род самостоятелен, отличен от рода Oxysomatium
(Oxyuroidea), к которому его относят Скрябин и его сотрудники
[52]. По нашему мнению, род Steinernema отличается прежде все-
го размерами спикул и губернакулума, по деталям устройства
ротовой полости, но также своей патогенностью для насекомых и
локализацией в хозяевах. В то время как нематоды из рода Oxy-
somatium— кишечные пассанты, не оказывающие патогенного
воздействия на насекомых, нематоды рода Steinerrtema— безу-
словно патогенные, проникающие в тело пилильщиков и убива-
ющие их. В сем. Neoaplectanidae объединены нематоды — пара-
зиты полости тела насекомых. Для нематод сем. Neoaplectanidae
характерны слаборазвитые губы и короткая ротовая полость. Пи-
щевод в передней части не утолщен, за нервным кольцом посте-
пенно расширяется в слаборазвитый бульбус. Самки имеют двой-
ной яичник с загнутыми вершинами, соединяющийся перед ци-
линдрической вульвой, выдающейся из тела коротким выступом.
В теле хозяина первого поколения образуются гигантские самки.
Самцы не имеют крыловидной совокупительной сумки, анальные
папиллы расположены правильными симметричными рядами, их
количество различно у разных видов. Спикулы самцов довольно
массивные, серповидные, губернакулум клиновидный и не обхва-
тывает спикулы. Все виды этого семейства имеют сходную эколо-
гию, которая характеризует их в достаточной мере: они проника-
ют в насекомых, паразитируют в их тканях и вызывают гибель
хозяев.
Исторический обзор. Обнаружение Штейнером нематод в ли-
чинках пилильщика Cephalea abietis в 1923 г., у которых они
уничтожали жировое тело, не привлекло особого внимания этого
автора, который назвал эту нематоду Aplectana kraussei. По-ви-
димому, это объяснялось тем, что Штейнер, обнаруживший в ли-
чинках пилильщика 15 самок и 5 самцов этой нематоды, не рас-
полагал какими-либо подробными данными об их образе жизни.
Поэтому, когда в процессе широких исследований по выявлению
болезней японского жука в мае 1929 г. в почвенных образцах,
взятых возле Хеддонфилда в штате Нью-Джерси, в 14 мертвых
личинках жука обнаружили взрослых нематод и их личинок, этот
факт вызвал удивление. Штейнер вскоре описал эту нематоду,
назвав ее Neoaplectana glaseri.
567
Глезер, занявшийся изучением нематоды, обнаружил ее в том
же году также в куколках и в не вышедших из них жуках и при-
шел к выводу, что эта нематода является серьезным паразитом
личинок японского жука. Совместно с Фоксом [18] Глезер провел
поиски нематоды и в других местах, но чаще всего- ее находили
в районе первого обнаружения. Глезеру, работавшему с немато-
дой как с патогенным микроорганизмом, после многих неудачных
попыток в 1931 г. удалось наконец разработать метод разведения
нематод на искусственной питательной среде. В 1940 г. Глезеру
удалось перевести нематоду с сырой дрожжевой культуры на сте-
рильную органическую. Мак-Кой и Герт [44] предложили для мас-
сового культивирования нематоды среду с добавкой метилбензо-
ата, тормозящего развитие бактерий. Наконец, в 1953 г. Столл
вместо культивирования нематоды по методу Глезера на твердой
стерильной органической среде предложил свой метод разведе-
ния нематод на жидкой питательной среде с экстрактом печени
при культивировании на качалке. Джексон [33] усовершенствовал
метод разведения нематод на жидкой среде, введя в нее опреде-
ленный набор аминокислот.
Neoaplectana glaseri была использована для распространения
в разных частях ареала японского жука. После первого обнару-
жения этой энтомопатогенной нематоды были обнаружены и дру-
гие виды нематод в различных насекомых-хозяевах. В 1932 г. бы-
ла обнаружена нематода Neoaplectana menozii в Cleonus теп-
dicus, а в 1937 г. N. feltiae в гусеницах озимой совки и N. ЫЫо-
nis в личинках Bibio hortulanus. В 1942 г. Глезер, Мак-Кой и
Герт описали также из личинок японского жука нематоду N. chre-
sima. Были обнаружены и другие виды нематод из разных хозя-
ев, так что в настоящее время известно 12 видов рода Neoaplec-
tana. Из этого числа на питательных средах культивировали
только четыре вида нематод, и это дало возможность изучить их
некоторые систематические признаки. Для остальных видов сохра-
нились лишь первоначальные рисунки, и, следовательно, систе-
матики до настоящего времени мало занимались этой важной
группой нематод.
Результаты первых исследований Глезера убедительно пока-
зали, что нематоды Neoaplectana патогенны для личинок япон-
ского жука и ряда других хозяев, однако до последних лет не
было известно, в чем, собственно, проявляется патогенность этих
нематод. Лишь в 1953 г. с обнаружением N. carpocapsae Weiser
[71] и N. janickii Weiser, Kohler были получены первые данные
о воздействии нематод из группы Neoaplectana на насекомых.
Нематоды вызывают гибель насекомых тем, что заносят в их
тело из внешней среды (с поверхности растений, из содержимого
кишечника) бактерий, которыми питаются после их размножения
на тканях тела насекомого. Одновременно к такому же выводу
пришел и Датки, обнаруживший в конце 1954 г. в гусеницах яб-
лонной плодожорки нематоду, очень похожую на Neoaplectana
568
carpocapsae. Он установил, что у нее «свой» штамм бактерии, ко-
торый эта нематода повсюду переносит с собой, губительный для
насекомых и служащий пищей для нематоды- Обнаружение
этих особенностей позволило понять, как собственно нематода
N. glaseri воздействует на личинок японского жука и в чем в об-
щем заключается «патогенность» нематод для насекомых. Возни-
кает вопрос, действительно ли каждый вид нематод из этой груп-
пы имеет свою специфическую, свойственную только ему бакте-
рию, и нельзя ли эту специфическую бактерию заменить другой.
Неясно также, почему виды нематод из подотряда Rhabditata,
живущие в полости тела короедов, не вызывают септицемию и
гибель своих хозяев.
Steinernema kraussei Steiner
Нематода поражает эонимф и пронимф пилильщика Cephaleia
abietis L. в период их диапаузы в лесной подстилке. Зараженные
личинки или нимфы погибают и мумифицируются, но нематоды
продолжают жить между дольками их жирового тела. Сведения
об этом виде нематод очень ограниченные, так как не проводи-
лось их культивирование на питательных средах. Самцы длиной
примерно 1 мм; вдоль всего тела проходит, по-видимому, один
семенник. Спикулы короткие, толстые, с округленной головкой и
утолщенной каймой. Возле анального отверстия слабозаметная
преданальная папилла и две постанальные папиллы вблизи от
короткого шипика, которым оканчивается хвостовая часть тела
самца. Самки неодинаковой длины (в зависимости от развития
яичников). Тело удлиненное, цилиндрическое, в передней части
слегка расширяющееся, к хвостовому концу несколько утончен-
ное, с небольшим хвостовым отростком. Самки, содержавшие еще
несозревшие яичники, без яиц в матке, в среднем имели длину
1,15 мм. Слаборазвитые губы несут 4 папиллы, расположенные
венком, между ними два выхода амфид. Данных о биономии не-
матоды, так же как и о морфологии половозрелых самок, не име-
ется. После первого описания этот вид никем не был обнаружен.
Neoaplectana glaseri Steiner
Симптомы заболевания личинок насекомых этим гельминтозом
такие же, как и при септицемии, вызванной бактериями. Через
24—48 часов после проникновения инвазионных личинок немато-
ды в тело хозяина (с пищей) пораженные личинки жуков утрачи-
вают подвижность, их кожные покровы размягчаются и теряют
упругость.
Внутренности личинки постепенно становятся серыми, бурыми
и даже черными. При растирании мертвых личинок в их раство-
ренных тканях в массе видны нематоды на разных стади-
ях развития. В почве погибшие личинки жуков постепенно раз-
569
лагаются, и вышедшие из них нематоды расселяются вокруг.
В первый период развития болезни при вскрытии личинки хозяи-
на в ней еще видны остатки разложившегося жирового тела,
позднее жир из тканей выходит мелкими каплями, и внутри меш-
ка из кожных покровов остаются лишь хитиновые структуры тра-
хей, после чего инвазионные личинки покидают тело хозяина.
Диагноз болезни сравнительно нетруден. Личинок насекомых,
подозрительных на заболевание, помещадот в водяную ловушку,
незаменимую при исследовании энтомопатогенных нематод. Для
устройства водяной ловушки на одну половину чашки Петри диа-
метром 10 см натягивают мокрую фильтровальную бумагу таким
образом, чтобы получился «барабанчик», и выступающие края
бумаги загибают под дно чашки. Приготовленный таким образом
барабанчик помещают в чашку Петри диаметром 18 см. На филь-
тровальную бумагу барабанчика аккуратно раскладывают иссле-
дуемых насекомых, так чтобы они не соприкасались друг с другом
и лежали по кругу вблизи от краев барабанчика. Через день в
пространство вокруг барабанчика осторожно, пользуясь промы-
валкой, наливают слой воды около 2 мм так, чтобы барабанчик
лежал в воде, на дне, посредине большей чашки Петри, которую
закрывают крышкой. Через несколько дней, а иногда через
4—6 часов в воде вокруг барабанчика появляются первые вышед-
шие из насекомых личинки нематод, которые сползают по бумаге
в воду, откуда они уже не могут вернуться. Наличие нематод
можно установить также, просматривая содержимое тела мертвых
личинок насекомых в небольшом количестве воды под микро-
скопом. Разрезав кожный покров исследуемой личинки, промы-
вают ткани ее тела струей воды из пипетки, после чего в воде,
стекающей на дно чашки, можно обнаружить подвижных личинок
нематод. Смерть личинок хозяина наступает через 1—2 дня после
их заселения нематодами, поэтому нет смысла определять сте-
пень заражения популяции путем воспитания в лаборатории ли-
чинок, собранных в природе.
Наличие нематод устанавливают в мертвых личинках насеко-
мых на третий день после их сбора, путем исследования всех осо-
бей, погибших после их переноса в лабораторию. Личинки, поги-
бающие позднее, заразились нематодами из почвы, в которой со-
хранялся собранный в природе материал. В полевых условиях не
сохраняется заметных следов болезни. Личинки, погибшие от не-
матод, разлагаются в течение 3 дней, и через неделю от них не
остается ничего, кроме хитиновой черепной капсулы. В связи с
этим обычные наблюдения не позволяют оценить эффективность
воздействия нематод на популяцию насекомых, а также устано-
вить наличие в ней самой болезни. Развитие болезни от зараже-
ния до массового выхода инвазионных личинок из тела хозяина
после полного уничтожения тканей его тела продолжается
10—14 дней. Продолжительность развития болезни зависит так-
же от вида хозяина. Так, в основном хозяине — японском жуке
570
развитие болезни от заражения до гибели личинки длится
3—5 дней, в то время как в других хозяевах болезнь развивает-
ся дольше. Необходимо обратить внимание, что воздействие на
насекомых нематод, развившихся в природных условиях, и не-
матод, размноженных на питательных средах, неодинаково. Ли-
чинки нематод, выращенные на питательных средах, питаются
случайно попавшими к ним в кишечник бактериями, тогда как
природные нематоды, по-видимому, питаются адаптированными к
ним штаммами бактерий, которые быстрее разлагают ткани тела
насекомого-хозяина.
Описание нематод и их развитие. Инвазионные личинки нема-
тод проникают в тело хозяина с пищей, а также другими путями.
Личинки очень длинные, 1350—1360x40—43 мк, они заключены
в «чехол»—линочную шкурку личинки предшествующего возра-
ста (отсутствовавшие в литературе данные были получены при
измерениях нематод, культивируемых на питательной среде Гле-
зера).
В кишечнике хозяина личинки сбрасывают «чехол» и прони-
кают в полость тела насекомого. В этот период развития личинки
змеевидно передвигаются, их головной и хвостовой концы слегка
втянуты. Содержимое тело — мутно-молочного цвета от резерв-
ных веществ.
В теле хозяина личинки развиваются, достигая предполово-
зрелого состояния, их длина существенно не изменяется
(1000—1600 мк), но они становятся тоньше (60 мк), и в по-
лости их тела за счет резервных веществ постепенно развиваются
гонады. В этот период развития можно уже различать будущих
самок и самцов, так как становятся хорошо видны вульвы и спи-
кулы. В этой стадии нематоды постоянно очень подвижны.
С развитием гонад дифференцируются самки и самцы. До
1938 г. имелись противоречия в описаниях размеров самок нема-
тод, так как самки, образовавшиеся при разведении нематод на
питательной среде, по размеру отличались от самок, развившихся
в хозяине, и; кроме того, самки разных поколений из одного и
того же вида хозяина также бывают разной величины. По экзем-
плярам, собранным в природе, было установлено [44], что длина
самок иногда достигает 8000—9000 мк при нормальной длине
2500—3000 мк, как это ранее указывал Глезер [16]. При культи-
вировании нематоды на агаровой питательной среде выяснилось
[44], что как гигантские, так и нормальные самки дают потомство
с нормальными личинками и развивающимися из них самками.
Гигантские самки нематод были обнаружены в природных услови-
ях лишь в тех пораженных личинках японского жука, в которых
содержалось очень небольшое число особей паразита (до 10 са-
мок нематод).
В опытах с искусственным заражением, проведенных Вейзером
[63], гигантские самки этой нематоды достигали длины 8000—
14 000 мк при ширине 240—300 мк. Тело таких самок, в форме
571
длинного цилиндра, было целиком заполнено огромным двойным
яичником. Самки живородящие, и каждая из них отрождает
1000—1500 личинок.
Нормальные самки следующего поколения по анатомическим
признакам такие же, как и гигантские самки, но намного короче
[2560—2870 мк].
В опытах Вейзера самки, полученные на питательной среде,
имели длину 5300—5550 мк и ширину 240—255 мк. К головному
концу тело нематоды слегка сужается и оканчивается ротовым от-
верстием с тремя губами, окруженными шестью губными папил-
лами и вторым кругом из шести маленьких папилл, далеко рас-
положенных друг от друга. Укороченная ротовая полость без хи-
тиновых структур. Передняя часть пищевода цилиндрическая,
после сужения у нервного кольца переходит в небольшой мус-
кульный бульбус, снабженный клапаном. Посредине тела самки
выступает вульва в виде сучкообразного выроста. Задняя часть
тела оканчивается тупым закруглением, без заостренного хвосто-
вого шипа. Два яичника расположены друг против друга по обе-
им сторонам от вульвы и изогнуты посредине. Глезер установил,
что такие самки содержат до 22 яиц, из которых личинки отрож-
даются еще в матке и передвигаются к суженному отверстию
вульвы. Затем личинки поодиночке выходят наружу по мере
спазматических движений вульвы. Самки обычно погибают через
24 часа после откладки всех яиц.
Самцы как первого, так и последующих поколений одинаковой
величины. По данным Глезера [16], их длина 1100—1400 мк; по
нашим данным, 1150X68 мк. Анальная часть тела самца имеет
много структур, где вокруг анального отверстия расположены
10 папилл в двух продольных рядах, кроме того, 6 папилл во внеш-
нем ряду, по одной папилле под отверстием клоаки — и наконец,
две папиллы на бородавковидном конце тела.
Развитие нематоды в хозяине оканчивается выходом рабдито-
идных личинок 1-го возраста, длиной 350—500 мк и шириной
22—25 мк, лишенных отличительных видовых признаков. Из этих
личинок вновь образуются инвазионные личинки 2-го возраста.
Глезер [16] сообщает, что при культивировании нематод на пита-
тельных средах личинки 1-го возраста через 2 дня превращались
в заключенных в экзувиальную шкурку личинок 2-го возраста,
которые через следующие 3 дня переходили в предполовозрелую
стадию. На пятый день появляются взрослые самцы и самки, и
цикл развития повторяется снова. Одно поколение развивается
4—5 дней. Подобным же образом происходит развитие нематоды
и в личинках или гусеницах насекомых. Различия наблюдаются
лишь в размерах самок, а также и инвазионных личинок 2-го
возраста. В тех случаях, когда болезнь только началась, в теле
хозяина содержатся лишь единичные инвазионные личинки, кото-
рые не покидают тело хозяина, а развиваются в нем до второго
поколения, длительное время оставаясь в экзувиальной шкурке
572
личинки 1-го возраста. Из потомства личинок второго поколения
обычно развивается еще и третье поколение и лишь после этого
на поверхности тела хозяина появляются покинувшие его инва-
зионные личинки 2-го возраста, вышедшие в поисках нового хозя-
ина. Такие личинки на влажной бумаге, во влажном песке, в поч-
ве или в торфе при достаточной влажности и доступе кислорода
сохраняют жизнеспособность несколько месяцев. Личинки этой не-
матоды относятся к числу «качающихся». Они вползают на во-
лоски и щетинки тела хозяина и довольно длительное время рас-
качиваются (при искусственном размножении на гусеницах
вощинной моли в течение нескольких дней). Такая активность личи-
нок не прекращается, даже если перед этим они долгое время
двигались. Личинки, погруженные в воду относительно глубо-
ко, быстро выпрямляются и погибают. На небольшой глубине в
воде и при температуре 2—5° С инвазионные личинки живут до
5 месяцев. Анабиоз у таких личинок не обнаружен. В теле хозя-
ина инвазионные личинки выживают лишь недолго. За время жиз-
ни двух поколений в теле хозяина синхронность развития на-
столько нарушается, что можно одновременно ’ обнаружить все
стадии паразита. В связи с этим период выхода инвазионных ли-
чинок из хозяина растягивается на срок больше недели.
Инвазионные личинки, выловленные в водяных ловушках, дол-
го сохраняют жизнеспособность в воде. Принудительно извлечен-
ные из тела хозяина в воде часто лопаются. Они переносят тем-
пературу от 2 до 32° С, а при 40° С живут лишь несколько ми-
нут.
Культивирование нематоды. Глезер [16] разводил эту немато-
ду на питательном агаре, поливая его накануне суспензией хлеб-
ных дрожжей и раствором декстрозы. После суточной инкубации
дрожжей культура нематод наносилась на среду путем их смыва
водой с мертвых личинок японского жука. Выросшая на агаре
культура дрожжей предотвращает развитие загрязняющих среду
бактерий. Мак-Кой и Герт [41] для культивирования немато'ды
использовали мясопептонный агар с добавлением натриевой соли
метил-пара-оксибензоата (0,2%) и при дозе инокулюма 600
инвазионных личинок на 1 см2 поверхности питательной среды по-
лучали через 7 дней (при 21° С) 9000—12 000 нематод с 1 см2.
После этого личинок смывают со среды 1—2%-ным раствором
NaCl и, промыв, содержат при 24° С, для того чтобы личинки оде-
лись «чехликом», т. е. перешли во 2-й инвазионный возраст. При
подготовке к линьке личинки рвотой освобождаются от содержи-
мого кишечника, и потому через 48 часов после изоляции личинок
необходимо вновь промыть их чистым солевым раствором.
Позднее Глезер [17] разработал метод культивирования нема-
тоды на аксенических средах без вспомогательных микроорганиз-
мов. Он использовал косой мясопептонный агар, на который по-
мещал стерильный кусочек почки, печени или селезенки кролика,
морской свинки, крысы или мыши. Инвазионных личинок, полу-
573
ченных из нестерильной культуры, автор помещал на двойной
слой рисовой бумаги, через который проходили только живые, ак-
тивные личинки, а мертвые особи оставались на бумаге. Прошед-
ших через такой фильтр личинок 3 раза промывали стерильной
водой и содержали 3—4 дня в банке с чистой сменяемой водой.
Через 3 дня личинок вновь промывали чистой водой, сменяемой
3 раза в день, и переносили личинок на 30—60 минут в 0,05%-ный
раствор перхлората натрия, после чего следовала новая
промывка в стерильной воде, а затем личинок переносили на
15—20 минут в чашку Петри со слоем воды глубиной 0,5 см. Та-
ким путем личинки освобождались от бактерий, и на следующий
день их вновь промывали раствором перхлората натрия, сте-
рильной водой и вновь помещали в небольшое количество сте-
рильной воды. После третьей промывки в растворе перхлората
натрия с последующей промывкой стерильной водой личинок
вновь переносили на стерильную рисовую бумагу, чтобы отделить
мертвых от живых, которых использовали как инокулюм. На од-
ну пробирку со средой вносят примерно 200 личинок. На стериль-
ных кусках органов (почек, печени и пр.) нематоды развиваются
очень хорошо при температуре 22—28° С и через 18—24 дней ку-
сочек органа почти полностью потребляется нематодами. По на-
шим данным, такая культура сохраняется в жизнеспособном со-
стоянии до 3 месяцев. Оптимальный срок для пересева культу-
ры— через 3 недели после инокуляции. Личинок берут петлей
с поверхности кусочка почек и т. п. и переносят на свежий ку-
сочек. Через 18 дней в пробирке развивается около 150 000 ли-
чинок.
Столл [61] предложил культивирование этой нематоды на жид-
кой среде, используя в качестве последней мясопептопный бульон
с 1%' пептона Фейрчайлд и 0,5% NaCl или бульон из бычьего
сердца с добавлением 10% сырого печеночного экстракта, стери-
лизованного фильтрацией. В этих средах при культивировании на
качалке нематоды хорошо развиваются, и через 3 суток их коли-
чество в 100—150 раз превосходит число внесенных нематод.
Метод культивирования нематод на жидких средах не имеет
больших преимуществ в сравнении с культивированием на твер-
дых средах главным образом из-за сложности подготовки пече-
ночного экстракта.
Джексон [33] разработал синтетическую среду для культиви-
рования этой нематоды, на которой добился хорошего роста и
прохождения всего цикла развития нематод, в том числе и их
дальнейшего размножения. Основой среды Джексона служит сре-
да «S» Трегера [65], содержащая на 100 мл (в мг): 0,2 биотина,
0,08 фолиевой кислоты, 0,2 пиридоксамина, 0,2 пиридоксина,
0,2 рибофлавина, 0,2 тиамина, 0,3 пара-аминобензойной кислоты,
0,5 никотинамида, 0,8 пантотената кальция, 0,3 хлористого холи-
на, 0,3 инозитола, 0,05 цитидиловой кислоты, 0,17 аденина,
0,17 гуанина, 0,17 урацила, 0,17 ксантина, 2,5 гемина, а также
574
50 мг КН2РО4, 125 мг Na2HPO4, 200 мг NaCl и 500 мг глюкозы.
Вместо используемых Трегером химически неопределенных со-
ставных частей (которые дают лучший рост нематод) —200 м2
V-фракции говяжьей сыворотки и 1125 мг гидролизата казеина и
триптофана Джексон использовал сложные заменители из амино-
кислот. В обеих этих средах нематоды развиваются не очень ин-
тенсивно, так как они не полностью соответствуют требованиям
нематод к химическому составу их пищи.
Для массового разведения нематод с целью их использования
в борьбе с вредителем путем внесения в почву были применены
два иных метода.
Первый из них — разведение на картофельной каше — приме-
нили Мак-Кой и Глезер [42] при накоплении материала для рас-
селения нематоды. Картофельную кашу перемешивали с культу-
рой дрожжей или же использовали картофельную кашу без дрож-
жей. Среду стерилизовали в больших сосудах и вносили в нее
200—400 тыс. личинок нематод, размноженных при аксеническом
культивировании. Через неделю из одного сосуда было получено
более 4 млн. нематод. При таком методе разведения было трудно
избежать развития микрофлоры, даже применяя метилбензоат
или формалин. При разведении нематод в аксенической культуре
личинки приспосабливались к высокому осмотическому давлению
и после перенесения их в воду часто лопались.
Очень простой и рациональный метод размножения предложил
Датки (частное сообщение). Из аксенической культуры или из
зараженных насекомых берут личинок нематод и с небольшим
количеством воды переносят на фильтровальную бумагу в чашку
Петри. На увлажненную фильтровальную бумагу помещают 10,
20 и более гусениц большой вощинной моли последнего возраста,
непосредственно перед окукливанием. Гусеницы, ползая по бума-
ге с нематодами, заражаются ими, и через 24—48 часов появля-
ются первые жертвы нематод, а еще через сутки погибают все
гусеницы. На следующий дейь мертвых гусениц переносят на «ба-
рабанчик» водяной ловушки. Через 10—14 дней на поверхности те-
ла гусениц появляются первые инвазионные личинки нематод, а
через 3 недели все содержащиеся в гусеницах нематоды перехо-
дят в воду ловушки, образуя на дне белый осадок. Этих нематод
можно использовать для дальнейшего разведения или для иных
целей. При оптимальных условиях таким методом за 3—4 недели
из одной гусеницы вощинной моли можно получить 60—80 тыс.
нематод.
Для разведения нематод этим методом лучше использовать в
качестве исходного материала нематод, выделенных из заражен-
ных в природе насекомых, а не нематод, разведенных на аксени-
ческих питательных средах, так как первым сопутствует свойст-
венная им бактериальная флора. Нематоды, размножающиеся в
сопровождении иной микрофлоры, развиваются неравномерно и
ненормально.
575
Гусеницы большой вощинной моли не лучший хозяин для этой
нематоды: их развитие лучше протекает в личинках хрущей. Пре-
имущество гусениц вощинной моли заключается в том, что их
можно разводить на искусственной питательной среде, и, следо-
вательно, всегда получать в необходимых количествах.
Применение Neoaplectana glaseri против вредителей. Все ис-
следования этой нематоды проводились с целью ее использова-
ния против личинок японского жука. Однако было установлено,
что она поражает также Anomala orientalis Wth., Autoserica ca-
stanea Arrow, Macrodactylus subspinosus Fabr., Ochrosidia villosa
Burn., Cotalpa sp., Cotinis nitida L., Xyloryctes satyrus Fabr.,
Phyllophaga sp., Pantomorus leucoloma Boh., P. peregrinus Boh.,
Heliothis armigera Hbn., Pyrausta nubilalis Hbn. [8, 9].
Дамблетон [6] заражал этой нематодой Odontria zealandica
White и Oxycanus cervinata.
Число возможных восприимчивых к нематоде хозяев не исчер-
пывается этим перечнем, поскольку к ним относятся многие виды
бабочек и жуков, распространенных в Европе. Агрессивность па-
разита зависит от условий его проникновения в насекомых и от
сопутствующих бактерий. До настоящего времени последнему во-
просу не уделялось должного внимания, а изучавшийся материал
был получен методом аксенической культуры, т. е. был освобож-
ден от сопутствующих нематодам бактерий. Опыты с искусст-
венным заражением нематодами проводили Глезер [16], Герт,
Мак-Кой и Глезер [14] и другие исследователи. Было установлено,
что в лаборатории или на небольших площадях в природе приме-
нение нематод эффективно. Степень зараженности насекомых ко-
лебалась от 0,3 до 81%'. Однако нематоды не размножались в
природных условиях до такой степени, чтобы возникала эпизооти-
ческая форма болезни, чаще заболевание снижалось и затухало
под влиянием неблагоприятных для паразита погодных условий.
Развитию заболевания способствует повышенная влажность поч-
вы, хорошее ее прогревание, высокая плотность популяции хозя-
ина и ненарушенность поверхностного слоя почвы (отсутствие об-
работок). В местах применения нематод авторы обнаруживали
их через 5 лет, а в многочисленных популяциях даже через 6 с
половиной лет. По-видимому, эти показатели далеко не в полной
мере характеризуют возможности практического использования
этой нематоды- Нематод вносили в почву путем полива водной
суспензией, содержавшей инвазионных личинок, или же заливкой
этой суспензии в предварительно выкопанные ямки на расстоя-
нии 1,5 м друг от друга. Результаты опытов Герта и др. [14], при-
веденные в таблице 25, показывают, что применение нематоды
на небольших делянках обеспечивало относительно высокую сте-
пень зараженности личинок японского жука.
Опыт проводили в мае при оптимальной температуре и влаж-
ности, а результаты учитывали через 14 дней после внесения не-
матод. На других участках эффективность была ниже, так как ус-
576
Таблица 25
Число нематод на 0,09 кв. м Число личинок жука на 0,09 кв. м Мертвые личинки японского жука, % Паразитированные личин- ки японского жука, %
10000 24,5 24,2 17,7
25 000 19,9 42,2 37,1
50 000 23,5 54,4 49,5
100 000 7,8 85,1 85,1
ловия для развития болезни были менее благоприятными. Иссле-
дованиями установлено, что только полив травяного покрова сус-
пензией личинок нематод не обеспечивает необходимого эффекта
в борьбе с японским жуком, т. е. что нематод нельзя применять
так же, как химические инсектициды. Однако внесение в почву
нематод способствовало снижению численности вредителя и этот
прием эффективен в комплексе мероприятий, проводимых против
данного вредителя. Особенно целесообразно внесение нематод на
те участки, где они ранее отсутствовали.
На основе полученных данных распространение нематод целе-
сообразнее всего осуществлять путем разброса зараженных гу-
сениц большой вощинной моли в то время, когда начинается мас-
Рис. 69. Головные и хвостовые концы самок некоторых видов не-
матод рода Neoaplectana:
I— N. glaseri; II — N. feltiae; III — N. menozii; IV — N. bibionis; V— N. car-
pocapsae; VI — N. janickii.
37 Я. Вейзер
577
совый выход из них личинок нематод. За 2—3 дня перед разбра-
сыванием пораженных нематодами гусениц следует удалить воду
из водяных ловушек, где находились гусеницы, с тем чтобы по-
верхность тела у них подсохла и окрепла. Считая, что в одной
гусенице моли содержится около 50 000 личинок нематод, для за-
ражения ими 1 м2 почвы, достаточно 2—20 гусениц, что будет со-
ответствовать дозам, указанным в таблице 25.
Распространению нематод в природе из одной местности в
другую способствуют зараженные жуки [14], ползающие личинки,
но главным образом они распространяются с водой, смывающей
с поверхности почвы разные частицы, содержащие личинок нема-
тод. Можно полагать, что нематоды переносятся на значительные
расстояния и на поверхности тела неспецифических хозяев, к ко-
торым прикрепляются «качающиеся» личинки.
Neoaplectana menozii Travassos
Этот паразит был обнаружен в Италии в полости тела долго-
носика Temnorhinus mendicus Gyll. Самка нематоды размером
1600X160 мк, самцы 860X72 мк. Они имеют 11 пар перианальных
папилл, спикулы без крючков, с тупым концом. Личинки отрож-
даются из яиц вне тела самки.
Neoaplectana feltiae Filipjev
Этот вид нематоды иногда встречается в гусеницах озимой
совки в Кировской области СССР. Пораженные гусеницы содер-
жали до 100 взрослых нематод и тысячи личинок. Самки до
5,9 мм длины при ширине 277 мк, самцы 1400Х113 мк. На конце
тела имеется 14 пар перианальных папилл, спикулы без крючков,
с коротким шипом. О влиянии нематоды на численность попу-
ляции озимой совки данных не имеется.
Neoaplectana bibionis Bovien
Нематода поражает® Дании личинок Bibio ferruginatus, В. hor-
tulanus и Dilophilus vulgaris. Наряду с нормальными самками.дли-
ной 5000 мк и шириной 220 мк встречаются и карликовые длиной
менее 1000 мк, но столь же плодовитые и живородящие [2]. Сам-
цы размером 1250X100 мк, на задней части тела имеют 11 пар
перианальных папилл, и конец тела вытянут в короткую иглу.
Бовьен установил, что у этого вида покоящиеся личинки уходят в
почву, где они без питания остаются длительное время, а затем
попадают в кишечник своих хозяев. Он полагал, что эта немато-
да проникает в тело хозяина после повреждения какими-либо
иными факторами и если он близок к гибели. Несмотря на это,
личинки Telephorus, перенесенные в культуру нематод на яичном
белке, заражались, и при вскрытии таких погибающих личинок в
578
их теле были обнаружены ранние стадии и половозрелые особи
этой нематоды. От нематоды погибали также и личинки долго-
ножки Tipula paludosa, получившие контакт с культурой пара-
зита.
Бовьен вылавливал личинок нематод из почвы, помещая в нее
предварительно мертвых личинок Tenebrio molitor, Thagium sp. и
Agriotes. Выловленных таким способом личинок нематод он вос-
питывал на стерилизованных паром личинках насекомых и устано-
вил, что в кишечнике здоровых особей из сем. Bibionidae до за-
ражения нематодами содержались личинки нематоды В. bibionis.
Как и все виды этого рода, самки В. bibionis вначале отклады-
вали яйца, затем отрождали личинок и наконец преобразовались
в цисты, в которых через значительное время сформировались ли-
чинки. Штаммер [54] обнаружил в ФРГ этот же вид нематоды в
личинках Bibio fulviventris Meig., В. laniger Meig. и В. varipes
Meig., а также в жужелице Pardileus calceatus Duft. Наблюдав-
шиеся Бовьеном самки нематоды длиной 5 мм и более, содержав-
шие по нескольку сот яиц, соответствуют гигантским самкам дру-
гих видов нематод этого рода.
Neoaplectana affinis Bovien
Бовьен [2] выделил из Bibio ferruginatus и В. hortulanus и
описал нематоду Neoaplectana affinis. Штаммер [54] обнаружил
переходные признаки между affinis и bibionis, и Оше полагает,
что это тот же вид с изменчивым по окраске спикул самцом. В ок-
рестностях Штутгарта этот гельминтоз в один год очень часто на-
блюдался на личинках многочисленной популяции бибиопид, а на
следующий год личинок насекомых в этих местах было очень ма-
ло и болезнь исчезала.
Neoaplectana chresima Steiner
Болезнь была обнаружена у гусениц и куколок совки Heliothis
armigera Hbn. в окрестностях Мурстауна (США). Имеется лишь
предварительное описание нематоды, которое Штейнер подгото-
вил для работы Глезера, Мак-Коя и Герта [20]. Подробное опи-
сание вида не было опубликовано.
Эта нематода похожа на N. glaseri, но отличается от нее хво-
стовым концом тела, на котором у обоих полов имеется короткий
шип с различным расположением перианальных папилл. Самки
отличаются также по числу образующихся в них яиц; у гигантских
самок их бывает до 1400, а у нормальных всего 250—400 (в от-
личие от 20 яиц у самок N. glaseri). Самки живородящие. По-
раженные нематодой гусеницы желтовато-серого цвета. Кроме
гусениц Heliothes, удавалось заразить этой нематодой саранчу
Melanoplus sp., гусениц стеблевого мотылька, личинок японского
жука и Ceratomia catalpae Bod. В одной особи последнего хозя-
37*
579
ина при искусственном заражении размножается до 1,14 млн. ин-
вазионных личинок нематоды.
Указанные авторы культивировали N. chresima (после пред-
варительной дезинфекции) в аксенической культуре таким же ме-
тодом, как и нематоду, N. glaseri, и получали аналогичные резуль-
таты. После 2 лет культивирования они получили 28 субкультур
того же штамма.
Neoaplectana carpocapsae Weiser
Нематода обнаружена в 1953 г. в мертвых гусеницах яблон-
ной плодожорки, полученных Шедивом от Головуса. В исходном
материале в жировом теле пораженных гусениц были обнаруже-
ны мертвые, нормально развивающиеся самки и самцы нематоды.
Позднее был получен образец зимующих гусениц плодожорки, из
которых удалось выделить живых нематод, которые в дальнейшем
культивировались на гусеницах большой вощинной моли. Куль-
тура этой нематоды на аксенической среде поддерживалась в те-
чение 6 лет, за это время было проведено более 60 пассажей и
произведено детальное сравнение этой нематоды с N. glaseri.
Признаки болезни. Зараженные нематодой гусеницы лежат
без движения на субстрате, не реагируют на внешние раздра-
жения и погибают через 24—48 часов после заражения. Окраска
гусениц изменяется, посредине тела появляется более темная по-
Рис. 70. Neoaplectana carpocapsae:
А —। самка; Б — самец; В — конец тела самца; Г — спикула; Д — * губернакулум; Ж — рото-
вые отверстия; 3 — рабдитоидная личинка; И — головной конец личинки в чехле; К — ко-
нец тела личинки.
580
лоса, соответствующая местам проникновения нематод из кишеч-
ника в полость тела хозяина, где быстро изменяется гемолимфа
и образуется темный пигмент. Остальная часть тела гусеницы ос-
тается серой; постепенно исчезает и темная окраска. Через не-
сколько дней после заражения тело гусеницы вздувается от обра-
зующихся газов, затем кожный покров гусеницы размягчается,
становится рыхлым, и газы выходят наружу. В природных усло-
виях гусеницы приобретают мягкую консистенцию и постепенно
высыхают. При помещении таких гусениц в воду они вновь раз-
бухают, и из них выходят личинки нематод. В водяной ловушке
из таких гусениц также выходят огромные количества личинок
нематод; быстро извиваясь, они передвигаются в воде по дну со-
суда.
Органы пораженных гусениц под воздействием бактерий и
нематод растворяются, и от всего содержимого тела сохраняются
лишь остатки тенидиальных выстилок трахей, дыхалец, челюсти
и черепная капсула. Вокруг мертвых гусениц уже через 4 дня об-
разуется постепенно расширяющийся круг вытекшей гемолимфы и
продуктов метаболизма бактерий, обнаруживаемый хроматогра-
фически. Инвазионные личинки нематод некоторое время ползают
по телу мертвой гусеницы, а затем расползаются в поисках ново-
го хозяина.
Описание нематоды. N. carpocapsae имеет гигантских самок
первого поколения аналогично N. glaseri. Тело нормальных не-
больших самок цилиндрическое, слегка изогнутое, сужающееся к
головному концу, хвостовой конец оканчивается коротким кону-
сом, переходящим в заостренный шип. Головной конец оканчива-
ется грубо треугольным ротовым отверстием со слаборазвитыми
губами, без заметных папилл и щетинок. Ротовая полость неглу-
бокая, без заметных хитиновых скелетных образований. Ротовая
полость переходит в цилиндрический пищевод, булавовидно рас-
ширяющийся к хвостовому концу, длиной около Ч7 части тела.
Позади нервного кольца пищевод расширяется в неимеющий кла-
пана бульбус, снабженный жевательным аппаратом; бульбус пе-
реходит в кишечник, занимающий большую часть объема полости
тела. Остальную часть полости тела у самки заполняют яични-
ки, загибающиеся, начиная с середины их длины, и лежащие с
2 сторон матки, открывающейся в вульву, расположенную в сере-
дине длины тела. Вульва лишь незначительно выступает над
поверхностью тела. В матке 20—30 яиц на разной степени созре-
вания. Самки вначале откладывают яйца, затем становятся яйце-
живородящими, й в этом случае личинки из яиц выходят еще в
матке, что вызывает гибель самки. Обычно, однако, самка успе-
вает отложить все сформировавшиеся в ней яйца и погибает без
развившихся внутри нее личинок. Самки из гусениц плодожорки
достигали длины 1600 мк, размеры нормальных самок колеблют-
ся от 700 до 2120 мк по длине и от 100 до 150 мк по ширине.
Гигантские самки образуются в первом паразитическом поко-
581
Рис. 71. Прохождение генераций Neoaplectana
carpocapsae в аксенической культуре.
лении. Их длина 7000—
14 000 мк и ширина
150—170 мк. Форма их
тела такая же, как у
нормальных самок, но
средняя часть тела рас-
тянута гигантски разрос-
шимися яичниками, со-
держащими от 200 до
1136 яиц. Гигантские
самки также яйцекладу-
щие и лишь к концу жиз-
ни становятся яйцеживо-
родящими, а затем мыш-
цы матки настолько ос-
лабевают, что значитель-
ная часть яиц остается в
теле самки; тело самки
превращается затем в мешок, заполненный подвижными личин-
ками. Пока личинки остаются в матке, самка еще способна пе-
редвигаться, но по мере проникновения личинок в другие органы
тела самки она перестает двигаться и наконец погибает. Личин-
ки длительное время живут в автолизате погибших самок, кожный
покров которых служит первичной оболочкой, защищающей ли-
чинок от неблагоприятных воздействий. В некоторых случаях ли-
чинки развиваются внутри самки до инвазионной стадии.
Гигантские самки передвигаются медленно; в теле хозяина их
немного (4—10 особей). При массовом заражении хозяина, когда
в гусеницу одновременно проникает более 20 нематод, развития
гигантских самок не происходит, и такие гусеницы погибают,
прежде чем окончится цикл развития нематоды. Соотношение
числа самок и самцов нематод в первом поколении обычно равно
1 : 1 или же самцов несколько больше. Одна гигантская самка
дает в потомстве 2000—11 0000 яиц и соответственно личинок,
развивающихся во втором поколении, в котором гигантские сам-
ки уже не образуются. Но и в этом случае самки крупнее, чем в
последующих поколениях, их длина 2000—6000 мк, а плодови-
тость 23—104 яйца. Лишь в третьем поколении образуются нор-
мальные самки.
Самцы во всех поколениях примерно одинаковой величины,
700—980 мк длины и 55 мк ширины, с заостренным хвостовым
концом, заканчивающимся тонким шипом. Преанальная папилла
хорошо развитая, крупная, четыре пары более мелких папилл рас-
положены двумя рядами. Семенники проходят вдоль всего тела.
Массивные спикулы серповидно изогнуты, длиной 42—60 мк, с
двумя плотными стержнями внутри и головкой, оканчивающейся
плоским отростком. Концы спикул тупозаостренные, без крюч-
ков. Губернакулум в передней части также сужается, его длина
582
40—42 мк, в нем проходит продольный плотный стержень, мяг-
ких перепончатых частей нет.
Яйца этой нематоды широкояйцевидной формы, 40—45Х
Х25—30 мк. Эмбриональное развитие вплоть до образования ли-
чинки 1-го возраста обычно происходит еще в теле самки.
Личинки 1-го возраста небольшие, стекловидные, тело их к
хвостовому концу сужается и оканчивается длинным тонким ши-
пом. Личинки рабдитоидные, с простым пищеводом и кишечни-
ком. Их размер 300—400X18 мк. Личинки очень подвижные. Они
остаются в теле хозяина или на его поверхности.
Личинки 2-го возраста (инвазионные) образуются после линь-
ки личинок 1-го возраста и остаются в линочной шкурке, как
в чехле. Их размер 500—700 мкХ32—35 мк. В теле хозяина, ко-
торое еще не полностью занято нематодами, эти личинки очень
быстро линяют и приобретают нитевидную форму. В тех же слу-
чаях, когда в теле хозяина уже много нематод, инвазионные ли-
чинки выходят наружу и мигрируют, оставаясь при этом в чех-
ле— линочной шкурке личинки 1-го возраста и не питаясь. Ли-
чинки не вползают на какие-либо возвышения и не раскачиваются,
как это делают личинки других видов этого рода. У них хо-
рошо заметно стремление мигрировать в воду в водяной ловуш-
ке, и здесь они накапливаются без примеси других стадий разви-
тия. В воде они очень активно передвигаются, змеевидно изги-
баясь.
Нитевидные (филариформные) стадии нематоды, которые раз-
виваются из инвазионных личинок после их линьки, достигают
длины 1000 мк при ширине 35 мк. Эта стадия — переходная к не-
половозрелым самкам и самцам, имеющим почти такие же раз-
меры, как и взрослые нематоды, но недоразвитые половые органы.
Неполовозрелые особи не покидают тело хозяина, но внутри тела
очень активно передвигаются.
Развитие болезни в хозяине. Как показали детальные наблю-
дения Ша-Ча-Юнь [63], инвазионные личинки проникают в кишеч-
ник хозяина вместе с пищей или в трахеи в течение первых 24—
48 часов после контакта. Из кишечника или трахей нематоды
проникают в дольки жирового тела, где их можно обнаружить в
течение 2 дней после заражения, после чего начинают появляться
нитевидные формы и неполовозрелые нематоды, а на третий день
в теле хозяина присутствуют только последние. В течение треть-
его-четвертого дня образуются взрослые, половозрелые самки в
самцы, которые живут в теле хозяина примерно 7 дней. Через
24 часа после достижения нематодами половой зрелости начина-
ется откладка яиц, длящаяся около 4 дней. Самки живут еще
2 дня, но яиц уже не откладывают. Развитие яиц длится 3 дня,
развитие личинок 1-го возраста также 3 дня. Четко разграничить
первое поколение от второго довольно трудно, так как наруша-
ется первоначальная синхронность развития. На пятый день пос-
ле первичного заражения в теле хозяина уже появляются инва-
583
зионные личинки второго поколения, которые через 3—4 дня пре-
вращаются в неполовозрелых нематод. Взрослые нематоды нового
поколения появляются в небольшом числе на восьмой день
после заражения хозяина, а на 10-й день эти самки начинают от-
кладывать яйца.
Образование гигантских самок зависит от условий питания не-
матод в теле хозяина. Из инвазионных личинок 2-го поколения,
перенесенных перорально в нового хозяина, образовывались ги-
гантские самки, в то же время из таких же личинок, оставшихся
в первоначальном хозяине, развивались лишь обычные мелкие
формы.
Совершенно очевидно, что 2000 и более личинок, развивших-
ся в результате размножения первого поколения, не могут
превратиться в гигантских самок. В теле хозяина не происходит
подавления или уничтожения какой-либо части особей, и все
отродившиеся из яиц личинки развиваются во взрослых
нематод.
Влияние численности личинок на развитие болезни хозяина.
Опытами с искусственным заражением этой нематодой гусениц
большой вощинной моли было доказано, что интенсивность раз-
вития болезни зависит от количества проникших в гусеницу ли-
чинок нематод, хотя проникновения даже одной личинки доста-
точно, чтобы вызвать гибель гусеницы вощинной моли. При
небольшой численности личинок в применяемом для заражения ма-
териале снижается вероятность заражения и удлиняется период
между сроками применения нематод и гибели гусеницы. Одна
единственная личинка нематоды, проникшая в тело гусеницы, хо-
тя и может развиться во взрослую самку и уничтожить гусени-
цу, но неспособна вызвать массовое размножение нематод, так
как развиваться могут только оплодотворенные яйца, т. е. раз-
множение нематод в теле хозяина возможно лишь в том случае,
если в него проникли особи того и другого пола.
Как влияет на численность взрослых самцов и самок, образо-
вавшихся в теле гусеницы вощинной моли, число инвазионных
личинок, содержащихся в суспензии, использованной для зараже-
ния, показано на рисунке. Для выяснения этой зависимости гусе-
ниц моли помещали в чашку Петри на фильтровальную бумагу,
смоченную примерно 3 мл суспензии личинок нематод. Было ус-
тановлено, что заражение гусениц лучше всего удавалось, если
на фильтровальной бумаге было от 3000 до 5000 личинок нематод.
При этом через 24 часа в гусенице моли развивалось в среднем
15—30 особей нематод, из них примерно половина оказалась сам-
цами.
Чрезмерно концентрированная суспензия вызывает массовую
инвазию, и гусеницы погибают прежде чем в них закончится
развитие личинок во взрослых нематод. Поэтому время содер-
жания гусеницы на увлажненной суспензией личинок нематод бу-
маге можно сократить до 12—20 часов. Опыты показали, что вне-
584
Рис. 72. Соотношение между числом
внесенных личинок нематод 2-го возра-
ста и числом самцов (7) и общим ко-
личеством взрослых нематод в гусени-
цах большой вощинной молн (2).
дрение в одну гусеницу 6—8 ли-
чинок нематод после 24-часовой
экспозиции происходит, если на
1 см2 фильтровальной бумаги
имеется 10 подвижных инвазион-
Рис. 73. Устойчивость инвази-
онных личинок Neoaplectana
carpocapsae к действию этило-
вого спирта (тонкая линия),
перхлората натрия (пунктир-
ная линия) и айатина (тол-
стая линия) (по Ша-Ча-Юнь,
1963).
ных личинок.
Устойчивость N. carpocapsae к внешним факторам. Взрослые
нематоды и личинки 1-го возраста, т. е. стадии развития, всегда
скрытые в теле хозяина, очень неустойчивы к внешним факто-
рам воздействия. Эти стадии не переносят высыхания и в воде
могут жить очень недолго.
Под покровным стеклом они в большинстве лопаются. Темпе-
ратуру 33—34° переносят не более 1 часа, а температура выше
37° С убивает нематод в воде менее чем через 10 минут. Отрица-
тельные температуры и промораживание среды уничтожают взрос-
лых нематод и личинок 1-го и 3-го возраста в течение нескольких
часов. Из дезинфицирующих веществ следует указать формалин,
который в концентрации 0,5%' убивает названные стадии немато-
ды через 30 минут, а в концентрации 1%—через 28 минут. Ли-
чинки 1-го возраста вдвое более устойчивы к действию формали-
на в сравнении с взрослыми особями. Нематоды выживают при
наличии в среде обитания 5%-ного раствора этилового спирта,
живут до 16 минут в 5%-ном и более 30 минут в 1%’-ном раст-
воре перхлората натрия. Действие 5%-ного раствора айатина они
переносят в течение 30 минут. Инвазионные личинки немного ус-
тойчивее к действию внешних факторов. Они могут длительное
время находиться в воде, пока остаются заключенными в чехол
(экзувий личинки 1-го возраста). На увлажненной бумаге, вате
или материи при температуре от 4 до 20° С способны жить не-
сколько месяцев. Не переносят высушивания, но могут длительное
время жить в почве, под корой деревьев или на вегетирующих
частях растений в тени, куда не попадает прямой солнечный
585
свет. Температуру 38° С переносят не более 1 часа, 39° — 20 ми-
нут, 40°—10 минут, 44° — всего несколько секунд. Воздействие
на все стадии развития повышенных температур вначале вызыва-
ет тепловое временное оцепенение нематод, после чего они могут
возобновлять активное движение. При таком тепловом оцепене-
нии сохраняется обычная форма нематод, как и при их подвиж-
ном состоянии.
Дальнейшее нагревание приводит к высушиванию и гибели
нематод, после которой тело выпрямляется в прямую линию. За-
мораживание воды вызывает гибель находящихся в ней инвазион-
ных личинок. В природе, в остатках тел насекомых эти личинки
переносят температуру и ниже —10° С (по показаниям термомет-
ра), однако неизвестно, бывают ли такие низкие температуры в
местах укрытия насекомых-хозяев перед их гибелью.
Инвазионные личинки выживают в 2%’-ном растворе форма-
лина до 3 часов, в 4%-ном до 30 минут, в 5%-ном до 10 минут.
20%-ный раствор перхлората натрия убивает инвазионных личи-
нок через 15 минут, 5%-ный — через 3 часа. Эти особенности ис-
пользуются для стерилизации материалов при лабораторных ис-
следованиях и разведении нематод. Устойчивость инвазионных
личинок к действию этилового спирта и айатина также достаточ-
но высокая; в 5%-ных растворах этих веществ личинки выжива-
ют более 5 часов.
Бактерии и N. carpocapsae. Как уже упоминалось, гибель на-
секомых после внедрения в них нематод вызывают бактерии из
пищеварительного тракта нематод. Бактерии имеются в нем с
момента первого приема пищи личинками 1-го возраста и до
взрослой стадии, являются единственной усвояемой пищей для
всех стадий развития и соответствуют всем потребностям нема-
тод в питательных веществах. Инвазионные личинки после проник-
новения в хозяина отрыгивают сгусток бактерий в полость тела
насекомого, где бактерии размножаются с такой быстротой, что
уже через 24—48 часов вызывают его гибель. При определении
видов этих бактерий было установлено [63, 75], что в пищевари-
тельном тракте на всех постэмбриональных стадиях развития
описываемой нематоды содержится несколько видов бактерий. На
всех стадиях развития присутствовала бактерия Pseudomonas
aeruginosa и вместе с ней Proteus morgani (Schrodter) Migula.
Последний вид отсутствовал лишь в только что зараженных гу-
сеницах большой вощинной моли. В инвазионных личинках были
обнаружены также Pseudomonas ovalis, Р. fluorescens, Р. genicu-
lata, Alcaligenes odorans, A. fecalis, Flavobacterium sp. и Staphy-
lococcus lactis. В кишечнике гусениц вощинной моли, используе-
мых в опытах, не было ни одной из этих бактерий.
Развитие нематод в теле насекомых зависит от развития бак-
терий, внесенных нематодами. В природных условиях оптималь-
ные соотношения в размножении бактерий и нематод регулиру-
ются влажностью среды. При лабораторном разведении нематод
586
необходимо искусственно поддерживать это оптимальное соот-
ношение. Размножение бактерий можно затормозить тем, что гу-
сениц, в которых развиваются нематоды (и бактерии), помещают
в условия, где гусеницы слегка подсыхают с поверхности, и лишь
после этого их переносят во влажные условия. При температуре
выше 20° С темп размножения бактерий опережает темп разви-
тия нематод. В этих случаях целесообразно перенести разводи-
мый материал в более холодное помещение или даже в холо-
дильник, где развитие нематод приводится в соответствие с тем-
пом размножения бактерий.
Опыты с искусственным заражением насекомых стерильными
нематодами и заражением стерильных гусениц большой вощин-
ной моли стерильными же нематодами [63] показали, что сте-
рильные гусеницы погибали через 21 день после заражения сте-
рильными же инвазионными личинками, в то время как зараже-
ние нестерильных гусениц вызвало гибель последних уже через
7 дней, причем инвазионные личинки лишь в небольшом количест-
ве и изредка выходили из таких гусениц. Во всех случаях, когда
в опыте были нестерильные гусеницы или нематоды, гибель гу-
сениц происходила от септицемий. В тех случаях, когда стериль-
ных гусениц вощинной моли заражали стерильными инвазионны-
ми личинками, наблюдалось постепенное разрушение жирового
тела и других органов гусениц, вызванное прохождением через
них личинок нематод. В тех случаях, когда стерильные личинки
нематод проникали в нестерильные каналы трахей хозяина, сеп-
тицемия также не возникала.
Замена видов бактерий, обитающих в нематодах, другими бак-
териями приводит к разным результатам в зависимости от того,
какими бактериями заменяется микрофлора, свойственная нема-
тодам. В тех случаях, когда в кишечнике или возле него поселя-
ются бактерии из родов Pseudomonas, Proteus или Alcaligenes,
нематоды в теле хозяина развиваются нормально, и из него вско-
ре выходят их личинки. Если же инвазионным личинкам были
предложены другие бактерии, например Serratia marcescens Bi-
zio [63], которой заражали гусениц моли, то гусеницы погибали,
но болезнь развивалась медленно и искусственное разведение не-
матод, взятых из таких гусениц, удавалось с трудом. Указанная
бактерия при втором и третьем переносе встречалась в гусеницах
вощинной моли лишь от случая к случаю, а после 5—6-го перено-
са совсем исчезала.
Культивирование N. carpocapsae. Чаще всего и наиболее ус-
пешно эту нематоду культивируют на гусеницах большой вощинной
моли, так же как описано для N. glaseri. Исходный материал
следует брать из погибших от нематод гусениц яблонной плодо-
жорки, помещая их на барабанчики водяной ловушки. Поражен-
ные нематодой гусеницы отличаются прежде всего потемнением
бумаги в ловушке вокруг них, вызванным вышедшими из гусениц
личинками нематод. После осаждения и промывки этих личинок
587
в пробирке центрифуги их берут для приготовления суспензии,
которой смачивают фильтровальную бумагу, перед раскладкой на
ней заражаемых гусениц вощинной моли, как было описано выше.
Аксеническую культуру N. carpocapsae, необходимо заклады-
вать иначе, нежели это описано для N. glaseri. Ша-Ча-Юнь [63]
использовала для выделения стерильной культуры гигантских са-
мок в начальный период яйцеживорождения, которые после
третьего переноса в раствор перхлората натрия погибали. Для
получения таких самок гусениц вощинной моли заражали обыч-
ным способом инвазионными личинками. На пятый или седьмой
день самок нематод отпрепарировывали из полости тела гусениц
и переносили в стерильный 0,6%-ный раствор поваренной соли с
добавлением 1 мг хлорамфеникола на 1 мл раствора, где их ос-
тавляли на 1—5 часов, а затем изогнутой на конце иглой пере-
носили в такой же свежий раствор, где вновь выдерживали
1—5 часов. Физиологический раствор с отложенными яйцами пе-
реливали в пробирки, центрифугированием осаждали яйца,
сливали верхнюю часть раствора и доливали пробирки 5%-ным ра-
створом NaOCl на 15 минут. После вторичного центрифугирова-
ния яйца трижды промывали стерильной водой и густую суспен-
зию яиц пастеровской пипеткой переносили на питательную среду,
где помещался кусочек стерильного органа (печени, почки, се-
лезенки) .
Питательную среду в лаборатории Вейзера готовили иначе,
чем у Глезера и др. Здоровых мышей убивали ударом, в сте-
рильных условиях извлекали из них почки и печень и в камере
Гансена помещали в стерильный 0,6%-ный раствор поваренной
соли с добавкой 1 мг хлорамфеникола. После кратковременной
промывки почки и печень мыши переносили в стерильные чашки
Петри с фильтровальной бумагой па дне. Несмотря на то что
хлорамфеникол нетоксичен для нематод, в питательных средах,
где для сохранения органов мыши в течение 24 часов применяли
антибиотики, развитие нематод замедлялось. Печень или почки
асептическими ножницами разрезали на кусочки размером
1—2 см и стерильным пинцетом переносили в пробирки на косой
мясопептонный агар. Вместо почек и печени мышей можно ис-
пользовать те же органы кроликов, морских свинок или крыс.
Питательная среда в течение 24 часов проверяется на стериль-
ность. Перенос нематод из такой культуры в другие пробирки с
питательной средой производят платиновой иглой, которой сос-
кабливают осадок с поверхности кусочка печени или почки вместе
с содержащимися в нем подвижными стадиями нематод и пере-
носят их на орган в новой пробирке, которую в дальнейшем дер-
жат наклонно или горизонтально при температуре 20—25° С в
течение 3—5 дней. После этого часть пробирок с культурой нема-
тод переносят в холодильник (температура 4°С). При таком спо-
собе культура нематод может сохраняться 2—3 месяца. Сначала
нематоды размножаются в пространстве между органом и агаром,
588
затем расползаются по агару, по поверхности органа и даже вы-
лезают на стекло пробирки, где сплетения нематод часто образу-
ют сетчатый рисунок. В такой культуре происходит развитие не
менее трех последовательных поколений, после чего кусочек пече-
ни (почки) полностью потребляется нематодами. После об-
разования инвазионных личинок третьего поколения разви-
тие нематод в культуре обычно прекращается. В старых культу-
рах личинки нематод забираются в слой агара и там погибают.
Самцы и самки нематод, разводимые в таких культурах, име-
ют такие же размеры, как и нормальные особи, развившиеся в
насекойLix. Самки содержат одновременно по 20—25 яиц. Самки
яйцекладущие. Гигантские самки при разведении на искусствен-
ных ср'*.дах не образуются. В тех случаях, когда в течение раз-
вития двух поколений в культуре появляются одновременно все
стадии развития, следует платиновой петлей перенести эту смесь
стадий в другую пробирку. Перед «пересевом» необходимо, про-
сматривая под лупой, определить места максимальной концен-
трации нематод и из них брать материал для «пересева». Лучше
всего эту нематоду переносить через 14—20 дней на приготов-
ленную за неделю питательную среду. Для этого под бинокуля-
ром стараются найти в культуре несколько подвижных личинок,
которых можно подцепить петлей, и перенести их на новую среду.
В культуре нематод, заложенной 28 июня и содержавшейся при
24° С, еще 29 августа находились подвижные инвазионные личин-
ки нематод, а последние личинки, которых еще можно было пере-
нести на новую среду, встречались до 9 октября.
Внедрение личинок в агар происходит в тех случаях, когда ими
полностью потреблены питательные вещества в кусочках печени
или почек и агар начинает подсыхать. Пропитывая ватную
пробку пробирки парафином, можно замедлить высыхание
агара, однако, если полностью прекратить доступ воздуха в
пробирку, культура быстро погибает.
Признаком гибели культуры являют-
ся личинки, вытянувшиеся в длину и
лежащие рядами друг возле друга на
стекле пробирки. Пробирки необходи-
мо периодически открывать и подвиж-
ные стадии нематод, находящиеся на
кусочках печени (почек), переносить
в новые пробирки.
Через определенные промежутки
времени происходит спад размно-
жения нематод в культурах, одна-
ко после нескольких быстро следую-
щих друг за другом «пересевов» не-
матод на свежую среду нормальное
размножение возобновляется. Эта не-
матода размножается также на жид-
-I : :------
34 36 38 hO 42 44
температура, °C
Рис. 74. Сравнительная устой-
чивость Neoaplectana сагросар-
sae (/), Neoaplectana DD 136
(2), Pristionchus I’heritieri (3)
к повышенным температурам.
589
Рис. 75. Neoaplectana janickii:
A —. самка; Б — самец; В-«спикулы; Г—• головной и Д — хвостовой конец тела самки;
£ —< головной и Ж— хвостовой конец тела самца; 3 — филариформиая личинка; И — раб-
дитоидная личинка; — хвостовой конец тела личинки.
кой среде Джексона, однако в ней развитие слабее, чем у немато-
ды N. glaseri.
Заражение нематодой N. carpocapsae. Исходный материал был
выделен из мертвых зимующих гусениц плодожорки, собранных в
ловчих поясах из гофрированной бумаги. Искусственным зара-
жением была установлена гибель от нематоды гусениц стеблевого
мотылька, непарного, соснового, тутового и кольчатого шелкопря-
дов, яблонной моли, пяденицы-обдирала, лунки серебристой, ки-
тайского дубового шелкопряда.
Успешно были заражены личинки и имаго колорадского жука.
Жуки погибали через 10, личинки через 4 дня после опрыскива-
ния листьев картофеля суспензией нематод. Личинки пилильщи-
ка Neodiprion sertifer погибали на третий день после заражения.
Личинки комара Culex pipiens в суспензии нематод погибали че-
рез 4 дня.
Опытами установлено, что нематода N. carpocapsae поражает
многие группы насекомых. Из изученных хозяев ею не поража-
лись комнатные мухи и Calliphora erythrocephala L. Наоборот,
некоторые личинки мух питаются личинками и взрослыми нема-
тодами, которых они хватают за середину тела и, прокусывая
кутикулу, пожирают. Нематода не поражает клещей, например
590
Tyrophagus noxius Zachv. Взрослые клещи и их нимфы в лабора-
торных условиях переносили нематод из одной чашки в другую.
Серьезным препятствием в практическом использовании этой
нематоды для борьбы с вредными насекомыми является то, что
личинки нематод при высыхании погибают. Поэтому данный объ-
ект пригоден для обработки лишь таких мест, где личинки нема-
тоды достаточно увлажнены и укрыты от солнечных лучей. Таким
местом может быть растрескавшаяся кора деревьев, где не-
матоды могут заражать гусениц плодожорки, образовавших ку-
колки.
Другой подходящей для выживания нематод средой явля-
ется почва. В коре старых яблонь заражение гусениц плодожор-
ки нематодой наблюдалось даже через 2 года после обработки
стволов суспензией нематод.
Для распространения нематоды на местности можно исполь-
зовать особей, размноженных на аксенической культуре, получ-
ше всего брать нематод из гусениц большой вощинной моли.
С этой целью используют искусственно зараженных гусениц мо-
ли, из которых начался массовый выход нематод, разбрасывая
таких гусениц в обрабатываемом биотопе. При работе с немато-
дами необходимо учитывать, что бактерии, вызывающие гибель
насекомых,— Pseudomonas aeruginosa и Proteus morgani являют-
ся возбудителями некоторых болезней, например воспаления мо-
чевых путей у позвоночных животных. Поэтому необходимо рабо-
тать, не загрязняя и не заражая нематодами питьевую воду.
Neoaplectana janickii Weiser et Kohler
Эта нематода поражает в Силезии (Польша) личинок и нимф
пилильщика Acantholyda nemoralis, укрывающихся в лесной
подстилке. Нематода похожа на предыдущий вид, нормальные
самки длиной 1,5 мм при ширине 150—160 мк, а самцы
1200X80 мк. На губах нематод этого вида имеются мелкие щетин-
ки, хвостовой конец тела вытянут в короткое острие. У самцов
на хвостовом конце тела короткий изогнутый шип и вокруг аналь-
ного отверстия 4 пары папилл. Спикулы и губернакулум такие
же, как и у предыдущего вида. Нематода была обнаружена в
нимфах пилильщика в очагах, где от этой болезни погибло 52%
эонимф и 82%’ пронимф пилильщика, однако вне очагов зара-
жение было незначительным. Пораженные особи имели более тем-
ную окраску, чем здоровые; под кожным покровом хорошо видно
разложившееся, комочковидное жировое тело. Смертность нимф
в очагах болезни составляла в среднем 48%'.
Коглер позднее размножал эту нематоду на картофельной ка-
шице и расселял ее в ареале вредителя, однако результаты этого
опыта были противоречивы, в некоторых очагах степень зараже-
ния была высокой, в других же случаях заражение было незна-
чительным. Однако в целом расселение этой нематоды в ареале
591
массового размножения пилильщика дало положительный резуль-
тат. Описанная ранее методика культивирования нематоды
JV. carpocapsae для размножения N. janickii не применялась.
Neoaplectana DD-136 Dutky
Датки обнаружил в США в гусеницах яблонной плодожор-
ки нематоду, которая ранее не была известна в систематике.
Описание этого вида опубликовано в циркуляре USDA 3216-55
и в статье Датки и Хафа [8]. По-видимому, большинство призна-
ков этой нематоды имеют много общего с вышеописанными ви-
дами. Датки в сводном обзоре [7] указывает, что у данного вида
бактерии оказываются не только агентом, умерщвляющим хозяи-
на, но и пищей для нематоды. Помимо того, бактерии выделяют
антибиотик, который препятствует развитию в гусеницах неблаго-
приятных для нематод микроорганизмов, а также предотвраща-
ет разложение тела погибшего хозяина. Заражение гусениц нема-
тодой происходит перорально, инвазионная личинка нематоды в
кишечнике гусеницы освобождается от чехла — шкурки личинки
1-го возраста — и проникает в ткани тела гусеницы, где отрыги-
вает бактерий.
Гибель хозяина при 30° С наступает менее чем через 24 часа.
Самки и самцы одинаково многочисленны в теле хозяина. Самки
яйцеживородящие, личинки развиваются в теле самок до инвази-
онной формы. Цикл развития нематоды в хозяине от заражения
до выхода личинок при 25—30° С длится 8 дней. Массовый выход
личинок из тела погибших гусениц происходит через несколько
минут после их увлажнения водой. В трупах гусениц личинки
могут выживать до двух месяцев. Проникновение в гусеницу всего
одной личинки нематоды может вызвать гибель вредителя. Инва-
зионные личинки при 30° С выживают 16 часов, при 25° — 24 ча-
са, 19° — 44 часа, 15°—120 часов и при 9° — 312 часов. При нали-
чии на фильтровальной бумаге 10 000 личинок нематоды для
заражения гусениц большой вощинной моли достаточно их выдер-
жать на бумаге в течение двух часов. Размер инвазионных личи-
нок 600x25 мк. Самки длиной 15 мм, производят до 1000 яиц.
Мелкие (нормальные) самки достигают длины 1500 мк, в их мат-
ке обычно содержится 16 яиц. Такие самки появляются в теле
хозяина после гигантских самок. Уменьшение размеров тела на-
блюдается и у самцов — вместо самцов обычной длины 3000 мк
появляются особи длиной 500 мк.
ДД-136 является хорошим средством борьбы с насекомыми во
влажных условиях. Четырехлетние опыты Датки и сотрудников,
применявших эту нематоду в плодовых садах, дали хорошие ре-
зультаты, даже при небольшой численности плодожорки (смерт-
ность гусениц — 60%’ и более). Стволы деревьев опрыскивали
суспензией нематод через 13—20 дней после обработки тех же
деревьев инсектицидами. Нематод разводили на гусеницах во-
592
щинной моли или же в аксенической культуре с последующим за-
ражением нематод бактериальной культурой.
По данным Датки, эта нематода — типичный представитель
рода и многие признаки отличают ее от N. carpocapsae, которая
была выделена в Европе из того же хозяина, однако для точного
сравнения этих двух видов данных Датки недостаточно.
Уэпч [79], а также Уэлч и Брайанд [84] испытывали нематоду
ДД-itfe в борьбе с колорадским жуком. После опрыскивания кар-
тофел/я суспензией из расчета 20 000 личинок нематод на одно ра-
стений, численность личинок и жуков вредителя была снижена на
35%. В последующем было установлено, что недостаточная эф-
фективность нематоды в борьбе с колорадским жуком объясняет-
ся главным образом недостатком влаги на растениях, приводя-
щим к гибели личинок нематод до их проникновения в хозяина.
Аналогичные результаты были получены в опытах по применению
этой нематоды против гусениц стеблевого мотылька, капустной
белянки и капустной металловидки (Hylemya brassicae). Иссле-
дования Датки и Хафа [8] показали, что благоприятными для этой
нематоды хозяевами являются также Pseudaletia unipuncta Haw.,
Ephestia elutella Hbn., Neodiprion sp., Lasioderma serricorne F„
Nauphoeta cineraea и менее пригодными — Termes sp., Blattella
germanica и Periplaneta americana L.
Neoaplectana leucanie Hoy
Нематода была обнаружена в гусеницах совки Leucania асоп-
tistis Меуг. в Новой Зеландии. Самки достигают длины 1950—
4000 мк; вокруг ротового отверстия расположены двумя кругами
мелкие папиллы, чем эта нематода очень напоминает N. glaseri.
Самец, как и самка, имеет на хвостовом конце тела короткий
шип. Вокруг анального отверстия у самца расположены семь суб-
вентральных и пять парных каудальных папилл и непарные, бо-
лее крупные папиллы перед анальным отверстием. Спикулы и гу-
бернакулум имеют такое же строение, как и у остальных описан-
ных ранее видов. Через 24—48 часов после достижения полово-
зрелое™ внутри самок уже содержатся подвижные личинки.
Хой [29] размножал эту нематоду на питательной среде с ме-
тилбензоатом, и ему удавалось искусственно заражать нематодой
личинок разных пластинчатоусых жуков, например Costelytra zea-
landica White, Odontria communis Goven, O. nitidula Brown,
O. autumnalis Goven, O. striata White, Pyronota festiva Fabr. и
и P. inconstans Brookes, а также личинок щелкунов и мух.
V
Neoaplectana bothynoderi Kirjanova et Puckova
Эта нематода, обнаруженная Пучковой, поражает личинок
свекловичного долгоносика Bothynoderes punctiventris на Украи-
не. Самки нематоды длиной 1200—2000 мк и шириной 100—
38 Я. Вейзер
593
253 мк чаще всего встречаются в августе в трупах личинок долго-
носика, заполненных растворившимися тканями. Гигантские сам-
ки не обнаружены. Тело нематоды длинное, цилиндрическое,
слегка суженное к головному концу, хвостовой конец заканчивает-
ся коротким шипиком. Яйца развиваются в матке самки, личин-
ки пожирают ее внутренние органы, превращая ее в кутикуляр-
ный мешок, после чего выходят наружу. Размеры самца 740—
940 мк в длину и 104—107 мк в ширину. У самца много периа-
нальных папилл. Спикулы характерны тем, что их передний ко-
нец, так же как и конец губернакулума, оканчивается щеточка-
ми, которых нет у других видов этого рода.
Нематода поражает личинок долгоносика во всех возрастах,
но чаще всего этот вид встречается в личинках 5-го возраста.
В связи с этим максимальное проявление болезни наблюдается
в первой половине августа, когда в массе появляются личинки
долгоносика последнего возраста.
На полях болезнь распространена неравномерно. Наряду с
очагами, где нематодой поражен значительный процент вредите-
ля, есть места, где заражение личинок носит спорадический ха-
рактер.
Максимальный процент гибели личинок от нематоды 67,5%,
но обычно поражено около 13% личинок. В тех местах, где выше
зараженность личинок долгоносика плесневыми грибами, пора-
жение нематодой слабее, и наоборот. Применение инсектицидов
в сублетальных дозах не оказывало влияния на степень распрост-
ранения гельминтоза личинок свекловичного долгоносика.
Neoaplectana melolonthae Weiser
Этот вид нематоды спорадически встречается в личинках май-
ских хрущей (Melolontha melolontha L. и М. hippocastani L.). Ли-
чинки, погибшие от нематоды, оловянно-серого цвета, позднее
они буреют, становятся вялыми, содержимое их тела автолизует-
ся и быстро разлагается. Из мертвых личинок хрущей, помещен-
ных в водяную ловушку, в течение нескольких часов выходит
масса инвазионных личинок нематоды, образующих на поверх-
ности тела личинки жука довольно толстый, серый покров. Нор-
мальные самки нематоды размером 2—3 мм длины и 200 мк ши-
рины, хвостовой конец их тела оканчивается коротким острием.
В матке самки содержится 60—65 яиц, из которых личинки выхо-
дят еще в теле самки, где и развиваются до 2-го инвазионного
возраста. Самцы размером 1000—1200x60—80 мк; хвостовая
часть их тела оканчивается изогнутым шипом. Вокруг анального
отверстия сосредоточено 8 папилл, расположенных в двух рядах.
Спикулы самцов заостренные.
Заболевание проявляется у личинок хрущей через 2—4 дня
после их сбора, но при хранении личинок в ящиках с почвой,
взятой в месте сбора, может проявиться и позже.
594
Рис. 76. N. melolonthae:
A — самка, яйцекладущая стадия; Б — живородящая самка, заполненная личинками;
В— самец; Г — головной конец тела самки и Д— хвостовой конец тела самца.
Зараженные нематодой, но еще живые личинки хрущей «увя-
дают», их тело под кожными покровами заметно съеживается.
При вскрытии пораженных личинок хрущей из их жирового тела
можно струей воды легко отмыть много личинок нематод разного
возраста.
Инвазионные личинки покидают тело своей жертвы не ранее
чем через неделю, т. е. лишь после того, когда все органы разло-
жились под воздействием бактерий.
В приведенном обзоре нематод рода Neoaplectana описаны из-
вестные в данное время виды. В связи с тем, что описания этих
видов были сделаны в разное время, сведения о развитии нема-
тод в хозяевах, данные о размерах самок, некоторые морфоло-
гические признаки, приведенные в этих описаниях, обработаны
разными методами и не всегда могут быть обобщены. Несмотря
на это, для всех видов характерны основные признаки рода: су-
ществование гигантских самок наряду с мелкими, нормальнымй
самками, перенос в кишечнике бактерий, широкая специфичность
в отношении хозяев и относительно четко ограниченные ареалы.
Все виды нематод данного рода играют существенную роль в сни-
жении численности насекомых, которым свойственно массовое
размножение.
38*
595
DIPLOGASTERIDAE STEINER
В это семейство входят короткие веретеновидные нематоды,
задняя часть тела которых вытянута в длинный хвостовой отро-
сток. Вокруг ротового отверстия имеется шесть часто незаметных
папилл с короткими отростками, ротовая полость выстлана хити-
ном, который образует прочную структуру, а в отверстии пище-
вода имеются развитые в разной степени выросты, служащие
клапанами. Пищевод с одним бульбусом перед нервным кольцом;
второе утолщение, очень заметное, представляет кардиальный
бульбус в задней части пищевода. Яичники двойные, расположе-
ны по обеим сторонам от вульвы, которая находится в середине
тела самки. Яйца широкояйцевидной формы; во время откладки
эмбрионы в них уже развившиеся. У самцов в хвостовой части
слаборазвитые боковые пластинки, ограничивающие бурсу; на них
и вокруг анального отверстия расположено 9—10 пар бородавок,
развитых в разной степени.
Хвостовой отросток с широкой конусовидной проксимальной
частью, от которой отходит удлиненная дистальная часть хвоста.
На границе между этими частями имеются развитые терминаль-
ные щетинки, характерные для всех видов этого семейства. Спи-
кулы заостренные, изогнутые, гладкие. Большинство видов нема-
тод этого семейства живут свободно в почве, воде, в загнивающих
частях растений. Среди них очень мало паразитических видов.
Однако под «паразитизмом», по мнению многих авторов сле-
дует понимать и такое развитие, когда нематода проходит в хозя-
ине определенные стадии развития независимо от того, вызывает
это гибель хозяина или нет. Большинство паразитических видов
тесно связано с определенным хозяином, с определенной средой
и определенными условиями влажности и температуры.
Характерной особенностью инвазионных (покоящихся) личи-
нок нематод данного семейства является наличие маслянистой
пленки, покрывающей кутикулу. Эта пленка позволяет личинкам
очень долго удерживаться на поверхности воды и, кроме того,
способствует их прочному прикреплению к надкрыльям и другим
частям покровов жуков и оставаться там длительное время жи-
выми. У некоторых видов личинки выползают на возвышенные
места в поисках хозяина и ведут себя так же, как описанные ра-
нее качающиеся личинки нематоды Neoaplectana glaseri. У дру-
гих видов сапрофитные личинки переходят в полость тела насе-
комых-хозяев, как, например, у нематоды Prosodontus aphodii
Bovien, личинки которой проникают в полость тела Aphodius fi-
metarius L. или же у нематод из родов Diplogasteritus, Pariogo-
laimella, Pristionchus. В старых работах указываются случаи об-
1 Для настоящих паразитов по общепринятым представлениям характерно
то, что они обычно не вызывают гибели хозяина. Те паразитические формы, ко-
торые обязательно вызывают гибель хозяина (наездники — гибель гусениц
и т. и.), принято называть паразитоидами. — Прим. ред.
596
наружения нематод рода Diplogaster в мертвых жуках. Котлап,
изучая причины гибели гусениц стеблевого мотылька, обнаружил
в мертвых гусеницах нематоду из этого класса и назвал ее Di-
plogaster brevicauda. Парамонов позднее отнес этот вид к роду
Pristionchus, куда входят также виды Р. I’heritieri Maupas, Р. ае-
rivora Cobb, Р. labiata Cobb и Р. rarus Volk., обнаруженные в
телах разных насекомых. Ольдхам (1930) установил, что у коро-
едов Scolytus destructor и S. multistriatus Marsch., живущих на
ильмовых, смертность личинок достигает 60%’, причем в погибших
насекомых всегда присутствовали нематоды из описываемой
группы. Нематода Diplogaster сопутствует мертвым личинкам
японского жука, как установили Глезер и др., причем эта нема-
тода размножалась в бактериальных культурах на агаре. Изуче-
нию взаимоотношений нематод рода Diplogaster с хозяевами со-
вершенно не уделялось внимания и этих нематод считали сапро-
фагами, так как их обнаруживали лишь в мертвых насекомых.
В образцах насекомых, поступавших для исследования в лабо-
раторию Вейзера, во многих случаях встречалась нематода, ко-
торую позднее Ош определил как Pristionchus I’heritieri Maupas.
Она обнаружена в мертвых личинках Saperda carcharius L.,
Cryptorrhynchoides lapathi L., Melolontha melolontha, Hoplia sp.
и некоторых других насекомых. Опытами установлено, что инва-
зионные личинки этой нематоды, полученные из выделенного ма-
териала и разведенные методом культивирования Neoaplectana
carpocapsae, способны проникать в тело гусениц большой вощин-
ной моли, погибающих затем под воздействием бактерий, содер-
жавшихся в кишечнике нематод. В данном случае действовал та-
кой же механизм поражения гусениц, какой описан ранее для
нематод из рода Neoaplectana. Таким образом, среди нематод
сем. Diplogasteridae наряду с «паразитами», не оказывающими
особо вредного воздействия на хозяина, установлены также под-
линные паразиты, способные в течение 48 часов вызвать гибель
хозяина, оказавшегося на их пути и используемого ими как пита-
тельная среда, в которой развиваются личинки. В связи с этим
исследователям следует уделить внимание хотя бы этому одному
виду, паразитизм которого не вызывает сомнений.
Pristionchus I’heritieri Maupas
Эта нематода известна как обычный обитатель сапробных,
разлагающихся органических веществ. Встречаются раздельнопо-
лые популяции или гермафродитные популяции, известные под на-
званием Pristionchus maupasi Potts. Этот вид идентичен видам
Diplogaster entomophaga Steiner и Diplogaster biformis Hirsch-
mann. Раздельнополые популяции подразделяются на две расы,
различающиеся по устройству ротовой полости. В насекомых мы
находили только стеностомные (узкоротые) раздельнополые фор-
мы с равным соотношением самцов и самок.
597
Рнс. 77. Влияние формалина на
взрослых особей (7) инвазионных
личинок (2) и личинок других
возрастов (3) нематоды Neoaplec-
tana carpocapsae.
Рис. 78. Устойчивость инвазион-
ных личинок (£2) нематод к фор-
малину; Pristionchus Vheritieri
(/), Neoaplectana melolonthae (2)
и Neoaplectana DD 136 (3).
Пораженные насекомые примерно через 8—10 часов после про-
никновения в них инвазионных личинок нематод утрачивают под-
вижность, через 24 часа реагируют лишь на очень сильные раздра-
жения и вскоре погибают. В средней части тела пораженных
гусениц или несколько ближе к головной части происходит замет-
ное потемнение содержимого, которое постепенно распространя-
ется по всему телу. Зараженные гусеницы большой вощинной мо-
ли под воздействием инфекции утрачивают упругость, размяг-
чаются, в сухих условиях быстро высыхают, и жировое тело в них
остается в виде мелкокомковатой творожистой массы. Перене-
сенные на влажный субстрат или политые водой такие гусеницы
разбухают, на их дыхальцах появляются как крупинки разрос-
шиеся колонии бактерий. Через 5 дней на поверхности тела хозя-
ина появляются единичные личинки и неполовозрелые нематоды,
остающиеся на хитиновой пленке в межсегментных складках и в
пространстве между телом хозяина и влажным субстратом, на
котором оно находится. Постепенно на поверхности тела насеко-
мого появляется все больше и больше неполовозрелых и взрослых
нематод, самки и самцы, передвигаясь, сплетаются в сомкнутый
слой и живут вместе с бактериями, которые развиваются в трупе
насекомого и на его поверхности.
При переносе трупа хозяина в водяную ловушку из него вы-
ходят все стадии развития нематоды (личинки и взрослые особи)
и концентрируются вокруг мертвой гусеницы, образуя круговую
зону, постепенно небольшими потоками расползаясь по субстра-
ту. Такие лучевидные потоки образуются потому, что влага из
598
пораженных гусениц лучше удерживается среди массы тел рас-
ползающихся нематод. В воду ловушки мигрирует лишь неболь-
шая часть нематод, но здесь также встречаются все стадии раз-
вития. 4t. ез 8—10 дней наступает период оптимального развития
колонии ,нематод; их размножение на питательном субстрате про-
должается до практически полного истощения субстрата, т. е.
4—6 недель. Пораженная нематодой гусеница под воздействием
нематод сморщивается, и в конечном итоге от нее остается лишь
небольшая сплющенная пластинка.
Самки как в первом, так и в последующих поколениях всегда
одного размера, 600—1000 x 50—80 мк, причем ширина тела сам-
ки зависит от числа яиц в яичниках и степени их развития в мат-
ке. Ротовое отверстие самки образовано шестью небольшими гу-
бами, оканчивающимися заострениями. Ротовая полость относи-
тельно широкая, выстлана утолщенной оболочкой с кольцевыми,
слабовыраженными фибриллами. В нижней части ротовой поло-
сти из отверстия пищевода выдается желудевидный отросток, ко-
торому соответствует чашевидное углубление противоположной
части пищевода; это клапан, закрывающий пищевод. Средняя
часть пищевода заканчивается шаровидным бульбусом, за которым
следует сужение с нервным кольцом. Дальше пищевод расширя-
ется в задний бульбус, примыкающий к кишечнику. Яичники рас-
положены по обеим сторонам от вульвы, находящейся посредине
тела самки. Яичники изогнутые и переходят в матку с тонкими
стенками, в которой находятся широкоовальные яйца разме-
ром 60X40 мк. Вульва имеет слабую мускулатуру. Самки яйце-
кладущие. Конец тела самки вытянут в длинный хвост.
Самец почти такой же длины, как и самка (600—900 мк), но
несколько уже (30—50 мк); у него узкие, длинные, изогнутые спи-
кулы с колчаноподобным губернакулом. На двух слабовыражен-
ных краевых пластинках бурсы выдаются 5 пар тупых шипов из
папилл почковидной формы, а в месте перехода основания задне-
го конца тела в длинный тонкий хвост имеется две группы тер-
минальных щетинок.
Различные стадии развития этой нематоды аналогичны стади-
ям развития, описанным для нематод рода Neoaplectana. Рабди-
тоидные личинки первого возраста отрождаются из яиц вне тела
самки. Из них развиваются покоящиеся (инвазионные) личинки
с маслянистой поверхностью тела. Размеры этих личинок намно-
го меньше, нежели личинок нематод Neoaplectana. — 200—300 мк
в длину. Личинки очень подвижны на поверхности воды в водя-
ной ловушке. Они выползают на волоски и щетинки тела хозяи-
на, концом тела прикрепляются к субстрату, а остальной, боль-
шей частью тела раскачиваются в разные стороны. В отличие от
личинок нематод Neoaplectana инвазионные покоящиеся личинки
появляются при искусственном культивировании лишь через не-
сколько поколений. В первых поколениях или в свежей культуре
покоящиеся личинки не образуются, а из личинок первого возра-
599

Рис. 79. Pristionchus I'heritieri:
a — самка; б — самец; в, г — ротово^ отверстие; д— хвостовой конец тела сам-
ца; е—перианальная площадка; ж — яйцо.
ста сразу же образуются нитевидные и неполовозрелые личинки,
длина которых достигает длины половозрелых особей. Период
развития одного поколения при комнатной температуре длится
5 дней, по? зящиеся личинки появляются обычно через 10 дней и
позднее. Тйкие личинки на поверхности воды или на влажной
бумаге живут несколько недель, а в трупах хозяина 4—6 недель.
Личинки могут выживать короткий период на высохшем субстра-
те, наблюдался перенос инвазионных личинок на телах клещей.
По сухому субстрату личинки не способны передвигаться. Инва-
зионные личинки проникают в тело многих жуков, бабочек и пи-
лильщиков с пищей и водой, внося с собой бактерии, вызывающие
септицемию и гибель хозяина.
Все подвижные стадии этой нематоды питаются бактериями
или дрожжевыми грибами. Ей не свойствен какой-либо один спе-
циализированный вид бактерий.
Инвазионные личинки нематоды содержат микроорганизмы в
пищеварительном тракте и, проникнув в тело нового хозяина, вы-
деляют их с экскрементами или отрыгивают через ротовое отвер-
стие. Видовой состав бактерий в теле нематоды изменяется в за-
висимости от того, какая микрофлора развилась в трупе пора-
женного насекомого. Часто происходит одновременное развитие
бактерий, внесенных в тело насекомого нематодами с бактерия-
ми иного происхождения: из кишечника насекомого, из субстрата
на котором находится труп хозяина, из воды на субстрате и из
воздуха.
Инвазионные личинки, заключенные в оболочки из шкурок ли-
чинок первого возраста, довольно устойчивы к повышенным тем-
пературам, при 34° С они утрачивают активность через 2 часа, при
35° через 1 час. Температуру 36° переносят всего 30 минут, а 41°
лишь несколько минут. К. действию формалина малоустойчивы:
действие 0,1%-ного раствора формалина выдерживают более
12 часов, 0,2%-ного раствора лишь 1 час, 1%-ного раствора 10 ми-
нут, а 1,5%-ный раствор убивает личинок немедленно.
Эта нематода способна к сапрофагии и может жить в почве
длительное время. Искусственное разведение в лабораторных ус-
ловиях возможно на гусеницах большой вощинной моли тем же
методом, как и нематод Neoaplectana glaseri и N. caprocapsae.
Для размножения на аксенических средах используют яйца нема-
тод. В отличие от метода культивирования N. carpocapsae необ-
ходимо использовать яйца, отложенные многими самками нема-
тод, которых собирают, смывая с поверхности тела пораженных
гусениц в большую чашку Коха или кристаллизатор с водой.
Пользуясь пипеткой с узким отверстием, самок выбирают из воды
и переносят в другую чашку с чистой водой, а затем удаляют из
этой чашки всех случайно попавших в нее личинок и самцов.
Оставшиеся в воде самки оседают в пробирке, после чего их пе-
реносят в кристаллизатор с дистиллированной водой, содержащей
1 мг перхлоратфеникола на 1 мл воды и оставляют в нем на ночь.
601
Утром вылавливают пипеткой отложенные самками яйца и пере-
носят их в стерильную воду, откуда (после оседания) переносят
пипеткой в 5%-ный раствор NaOCl на 5—10 минут и вновь в сте-
рильную воду. После промывки яиц стерильной водой и их осе-
дания в ней их переносят пастеровской пипеткой на питательную
среду с кусочком стерильного органа (печени, почки), как это
было описано для Neoaplectana carpocapsae.
При ускоренном процессе из нестерильной культуры смывают
в чашку Петри верхний слой, когда в нем накапливается макси-
мальное количество яиц нематод (в зависимости от условий —
на 8—10-й день), вместе с избытком воды. После недолгого от-
стаивания вращением чашки яйца концентрируют на дне чашки,
выбирают пипеткой и переносят в другую чашку, а затем очи-
щают с помощью пипетки от случайно перенесенных подвижных
нематод и промывают водой, содержащей антибиотик и перхлорат.
После промывки этим материалом производится «посев» яиц на
питательную среду в пробирки.
Аксеническую культуру нематод поддерживают «пересевом»
через две-три недели, хотя нематоды сохраняются живыми в такой
культуре до полного потребления пищевых запасов органов жи-
вотного (печень, почки) на агаре, что обычно происходит не ра-
нее как через 4 недели, иногда до 2 месяцев. В первом поколе-
нии в культуре происходит задержка в развитии отдельных ста-
дий, что позволяет установить время откладки максимума яиц,
развития отдельных стадий и имаго, но получить культуру с ка-
кой-либо одной стадией развития невозможно. Пересев культуры
производят, перенося нематод стерильной петлей со служащего им
пищей участка на новый. При разведении этой нематоды в куль-
туре не образуются ни качающиеся личинки, ни личинки с масля-
нистым слоем на поверхности тела. Культуру нематод можно под-
держивать постоянно. После 60 пересевов нематоды размножа-
лись нормально, без снижения их жизнеспособности.
Опытами с искусственным заражением установлено, что, по-
мимо основных хозяев — Saperda carcharias L., Cryptorrhynchoi-
des lapathi L., Melolontha melolontha и Hoplia sp., эта нематода
поражает также гусениц большой вощинной моли, амбарной ог-
невки, плодожорки, стеблевого мотылька, капустной белянки, ли-
чинок колорадского жука, восточного майского хруща, Neodiprion
sertifer L. и других насекомых. Попытки заразить этой нематодой
термитов Reticuliternies lucifugus Rossi и личинок комаров Cu-
lex pipiens L. и Aedes sticticus Meig. дали отрицательный ре-
зультат.
Распространение нематоды в природе на основе отдельных на-
ходок установить очень трудно. В популяции Saperda carcharias
в очаге заражения нематодой было поражено 20%’ особей, в
популяции хрущей из Южной Моравии болезнь обнаружена у
1—2% личинок, погибших в течение первых 5 дней. Среди личи-
нок рода Hoplia, собранных Хорбером в окрестностях Цюриха,
602
нематода обнаружена у 1 личинки из 15 исследованных. Ни один
из этих случаев не позволяет определить фактическое распрост-
ранение нематоды в природе, так как болезнь протекает 24—48
часов, после чего уже очень трудно определить подлинную при-
чину гибели насекомых. Принципы использования этой немато-
ды и диагноза болезни такие же, как нематод рода Neoaplectana.
TYLENCHATA CHITWOOD
Очень много видов нематод из этого подотряда паразитирует
в полости тела насекомых. Это свободноживущие и паразитиче-
ские мелкие виды, питающиеся соками живых клеток хозяина. Их
ротовые органы с острым копьем (стилетом), которыми нематоды
прокалывают ткани хозяина. В пищевод впадает отверстие слюн-
ной железы, у надсемейства Tylenchoidea она открывается непо-
средственно за стилетом, у надсемейства Aphelenchoidea — в сред-
ней части пищевода. Оба надсемейства характерны тем, что под
влиянием жизненных условий в теле хозяина они приобрели спе-
цифическую форму тела и постепенно утратили многие признаки,
свойственные свободноживущим видам. Развитие нематод в гемо-
лимфе хозяина привело к тому, что тело нематоды превратилось в
вытянутый мешок без конического сужения головного конца и без
хвостового удлиненного отростка. Часто бывает очень трудно уз-
нать в бесформенном кожном мешке нематоду. Кутикула боль-
шинства видов нематод этой группы с кольцевыми тонкими
бороздками; у видов, обитающих в кишечнике, она обычного строе-
ния, у нематод, развивающихся в гемолимфе, кутикула относи-
тельно рыхлая и через нее питательные вещества всасываются
клетками из внешней среды. У многих паразитических форм очень
своеобразен процесс оплодотворения. У некоторых видов соотно-
шение полов равно 1 : 1, у других самцы встречаются крайне ред-
ко. Для видов сем. Alantonematidae типично исключительно силь-
ное развитие гонад, в особенности яичников. Примером могут
служить виды родов Howard ala или Schaerularia. У видов пос-
леднего рода иногда происходит выворачивание яичников из тела
самки через отверстие вульвы, потому что общая масса яичников
в 15—20 тысяч раз превосходит массу остальных частей тела
самки.
У нематод группы Aphelenchoidea можно обнаружить все пе-
реходные формы от пассантов, находящихся на кожных покро-
вах и в кишечнике, до форм, обитающих в мальпигиевых сосудах
и паразитирующих в полости тела насекомых. В личинках и во
взрослых насекомых паразитируют личинки и взрослые немато-
ды. Несмотря на это, нет доказательств их патогенности даже для
таких известных видов, как, например, Sphaerularia bombi Du-
four. Многие авторы отмечали снижение плодовитости шмелей, по-
раженных этой нематодой. По данным Палма [45], причиной бес-
плодия шмелей в данном случае является главным образом
603
токсическое действие метаболитов нематоды. В этой связи следует
отметить, что снижение плодовитости самок шмелей или их бес-
плодие затрудняет распространение нематоды, так как их пе-
ренос от пораженных особей на здоровых происходит в основном
в шмелином гнезде.
Виды нематод из Tylenchoidea имеют очень сходные приспо-
собления. У нематод рода Stictylus Thorne также происходит вы-
вертывание яичников наружу из тела самок; другие виды утра-
чивают червеобразную форму тела, принимая моховидную форму,
приспособленную к абсорбции питательных веществ всей поверх-
ностью тела и к образованию массы яиц. Воздействие на хозяина
зависит прежде всего от количества развившихся в нем пара-
зитов, как установил еще Фукс [13]. Одна самка Contortylenchus
diplogaster Linst. откладывает в теле короеда почти тысячу яиц,
и вышедшие из них личинки заполняют тело хозяина густым
сплетением, пока не начнется их выход наружу через кишечник.
В таких случаях прежде всего происходит повреждение органов
тела насекомого, через которые проникают нематоды. Выходящие
из тела хозяина личинки закупоривают прямую кишку жука и
препятствуют выделению экскрементов, чем вызывают его гибель.
Нематоды потребляют питательные вещества в теле насекомого
и лишают его ткани этих веществ, отчего замедляется развитие
хозяина, уменьшаются его жировые запасы и снижается число
образующихся яиц. Плодовитость пораженных нематодой жуков в
некоторых случаях составляет менее 40% нормальной. Однако, по
наблюдениям Мартинека, заражение нематодой короеда Ips ty-
pographies не влияло на количество откладываемых яиц и на жиз-
неспособность пораженных особей, которые развивались так же
хорошо, как и здоровые. Рюм [50] установил, что разница в ко-
личестве откладываемых яиц может быть вызвана также смеши-
ванием с сестринскими поколениями и качественными различия-
ми в условиях мест обитания. Этот же автор экспериментально
доказал, что паразитирование нематод на короедах не оказывает
существенного влияния на численность популяции. Пока еще не
объяснен тот факт, что у зараженных короедов (например, нема-
тодой Conortylenchus diplogaster) огромное количество личинок
нематод проникает в кишечник, но вместе с тем туда не заносят-
ся бактерии и не возникает септицемия. Неизвестен также меха-
низм сохранения стерильности мест проникновения личинок не-
матод в тело насекомого.
Из большого числа видов, относящихся к данному подотряду,
приводится описание лишь немногих.
Allantonema mirabile Leuckart паразитирует в полости тела
большого соснового слоника (Hylobius abietis L.). Самка немато-
ды длиной 400—430 мк и шириной 24—27 мк несколько меньше
самца (длина его 528 мк). Форма тела типична для нематоды.
В популяциях слоника нематодой поражается 1—5% жуков и в
зараженных особях содержится лишь по 1—2 нематоды. Личинки
604
проникают в кишечник хозяина и вместе с экскрементами груп-
пами по 50—100 особей попадают в яйцевые камеры жука. Здесь
личинки линяют, становясь инвазионными, и сохраняются в бу-
ровой муке в ходах жука в анабиотическом состоянии, пока му-
ка сухая. При увлажнении среды личинки выходят из анабиоза и
развиваются до предимагинальной стадии, становятся подвижны-
ми и мигрируют в поисках хозяина. Взрослые нематоды после
оплодотворения проникают в личинок слоника и оседают в его ки-
шечнике.
Другой вид нематоды Allantonema morosa Fuchs паразитиру-
ет в полости тела лубоеда Hylastes ater Paykull. Взрослые нема-
тоды по внешнему виду похожи на бесформенный яйцеобразный
мешок. Поверхность их кутикулы покрыта сплошным слоем ша-
рообразных пузырьков с жировым содержимым, под которым со-
вершенно не видно тела нематоды. Паразитом поражается обыч-
но менее 3%' особей в популяции хозяина.
Contortylenchus diplogaster Linstow— частый паразит короеда
типографа Ips typographies. При вскрытии зараженного жука
видно, что вся полость его тела заполнена несколькими сотнями
рабдитоидных личинок, свободно передвигающихся между орга-
нами и постепенно выходящих наружу через кишечник. Самка
(обычно одна) свернута в спираль в просвечивающем чехле. Раз-
вернутая самка достигает в длину 1,5—2 мм; ее головной конец
тупой, а на хвосте в области полового отверстия и ануса имеет-
ся глубокая впадина. Хвост оканчивается небольшим шипиком.
К чехлу вокруг тела нематоды подходят мелкие трахеолы хозяи-
на. Этот чехол образован из видоизмененных, лишенных жира
клеток жирового тела хозяина. Фукс [12] обнаружил до 50% ко-
роедов, пораженных этой нематодой. В материале, собранном в
Чехословакии, установили заражение 27% особей. Как упоми-
налось ранее, нематода не снижает плодовитости хозяина.
Howardula phyllotretae Filipjev относительно часто встречает-
ся в блошках Phyllotreta undulata L. Самка длиной 850—1660 мк
и шириной 70—160 мк живет в полости тела блошки. Кишечник
самки дегенерирует и анальное отверстие зарастает. Личинки не-
матоды в самках хозяина проникают в яичники, а у самцов —
в семяпровод и, по-видимому, передаются при копуляции самке.
С откладываемыми яйцами нематоды выносятся наружу и разви-
ваются в почве, где после трех линек превращаются в ювениль-
ных самок, которые после оплодотворения заражают личинок
блошки. В некоторых областях заражение блошек этой немато-
дой бывает очень сильным. Филипьев обнаружил эту болезнь у
50% жуков. В популяциях блошки, исследованных Вейзером, бо-
лезнь зарегистрирована лишь в период максимума размножения
вредителя, а при спаде градации болезнью было поражено
20—23% жуков.
Parasitylenchus dispar Fuchs — также относительно частый па-
разит короеда-типографа. От предыдущего вида эта нематода от-
605
Рис. 80. Scatonema wuelkeri:
А> £— процесс развития яичников самки
и семенников самца (В—Д); Е — самец;
И — самка (полностью половозрелые);
Я—* матка самки расширяется и в ней
накапливаются яйца; 3 —самка, преобра-
зовавшаяся в цисту, содержащая много
личинок в разной стадии развития;
Ж — хвостовой конец тела самки; в по-
лости тела видны личинки, а также уже
взрослые самки с личинками в матке.
размера взрослых. Эта болезнь
личается (при вскрытии жука)
большим количеством самцов и
самок, передвигающихся в ге-
молимфе короеда. Нематода не
образует чехол и свободно пе-
редвигается в теле хозяина.
Самки к концу развития дегене-
рируют и превращаются в бес-
форменные мешки, иногда с ли-
чинками внутри.
Scatonema wuelkeri Bovien
заражает муху Scatopse fuscipes
Meig. и развивается в полости
ее тела. Самки, которых еще в
стадии личинки можно отличить
по стилету от личинок самцов,
достигают длины 1450 мк. Тело
самок длинное, слегка изогнутое.
Яйца развиваются еще в теле
самки. Вышедшие из яиц ли-
чинки заполняют тело самки и
остаются в ее оболочке доволь-
но долго, так что в некоторых
случаях в оболочке материнско-
го тела можно обнаружить уже
взрослых нематод, в матке ко-
торых были только что отро-
дившиеся личинки. Личинки не-
матоды в теле хозяина-насеко-
мого проникают в его яичники
и с яйцами выводятся наружу.
Свободноживущие нематоды
вновь проникают в тело хозяина
и там развиваются, достигая
во многих случаях вызывает ре-
дукцию жирового тела хозяина и в конечном итоге приводит к
его гибели. Из мертвых насекомых личинки нематоды выходят
при увлажнении поверхности тела хозяина. О патогенности этой
нематоды для насекомых имеются разные мнения. Подобное же
действие на личинок мух Hylemyia antiqua Meig. оказывают не-
матоды И eterotylenchus aberrans Bovien, из которых в личинках
мух образуются крупные партеногенетические самки длиной
3000 мк, а также развивается и раздельнополое свободноживу-
щее поколение с особями, достигающими в длину едва 500 мк.
Sphaerularia bombi Dufour заражает шмелей Bombus lapidari-
us L. и В. terrestris L. и, по-видимому, также ос. Ювенальные
самцы и самки выходят из мертвых шмелей, проникают в почву
и там развиваются в свободноживущее поколение в течение не-
606
Рис. 81. Sphaerularia bombi:
A — самец; Б, В — самка. Этапы выворачивания из ее тела матки и яичников; Г — взрос-
лая самка S. ЬотЫ, у которой собственно тело является лишь придатком огромных
яичников.
скольких месяцев; развитие его заканчивается образованием
взрослых половозрелых самок и самцов и их копуляцией. Оплодо-
творенные самки в ожидании хозяина находятся в оптимальных
для шмелей местах. Нематоды проникают в самок шмелей, ког-
да они копают камеры для зимовки. В течение зимы нематоды
развиваются очень медленно и лишь с возобновлением весенней
активности у самок нематод, длина которых в это время достига-
ет примерно 1 мм, вырастает огромный яичник, который вывора-
чивается через вульву наружу. Размеры яичника—1000X15 000 мк,
тогда как собственно тело нематоды, которое в результате выво-
рачивания яичника несколько сокращается, имеет размеры
1000X20 мк. Иногда происходит отделение яичника от самки,
что, однако, не препятствует развитию личинок. Личинки отрож-
даются из яиц и проникают в гемолимфу хозяина, проникают че-
рез стенку кишечника и с экскрементами выходят наружу. Неко-
торые авторы наблюдали снижение плодовитости пораженных
нематодой шмелей и прекращение откладки ими яиц, хотя в теле
зараженной самки шмеля сохранялся яичник. Нематоды, вышед-
шие из мертвых насекомых, заражают места, оптимальные для
устройства гнезд шмелей. Огромное количество яиц, содержащих-
ся в яичнике (несколько тысяч), свидетельствует о том, что рас-
607
пространение нематоды, ее перенос на новых хозяев связаны с
большими трудностями, и большое количество яиц паразита по-
гибает.
Tylenchinema oscinellae Goodey. Длинные цилиндрические
самки этой нематоды паразитируют в полости тела шведской му-
хи (Oscinella frit L.). Самки длиной 1600 мк, их тело почти це-
ликом заполнено только яичником, в котором можно обнаружить
яйца на всех стадиях развития и отродившихся личинок. Личин-
ки нематоды через анальное отверстие выходят наружу из ли-
чинок мухи. В разлагающихся тканях кормового растения личи-
нок мух нематоды развиваются, достигают половой зрелости, ко-
пулируют и оплодотворенные самки вновь проникают в личинок
мух. Гуди установил, что в Англии этой нематодой поражается от
3 до 18% личинок шведской мухи, максимальное заражение за-
регистрировано в Дании, где нематодой заражается 31—47% ли-
чинок мух. В ГДР и в СССР болезнь установлена примерно у
2% мух. Самцы и самки шведской мухи, зараженные нематодой,
полностью стерилизуются. Самки таких мух пытаются отклады-
вать яйца на колосья, во влагалища листьев и на молодые всхо-
ды кормовых растений, однако вместо яиц они выделяют сгуст-
ки нематод.
Рис. 82. Цикл развития Tylenchinema oscinellae в природе. Инвазионные личин-
ки из тела шведской мухи проникают в разрушенные ткани растения, где оста-
ются до тех пор, пока их не проглотит вместе с растительными тканями новая
личинка шведской мухи, в которой нематоды развиваются, достигают взрослых
половых стадий, личинки которых вновь мигрируют в загнивающие ткани
растения.
608
Многие другие виды нематод из этого подотряда являются па-
разитами различных грибов, повреждающих древесину и других
микроорганизмов в условиях достаточного увлажнения среды, не-
обходимого для развития свободноживущих нематод и их. пере-
хода на нового хозяина. Подробный обзор этих видов приведен
в работе Рюма [50], а также в статьях Филипьева и Шурманс-
Стекховен [11].
Aphasmida •— нематоды, не имеющие на конце тела углубле-
ний (фасмид). Из этой группы нематод в насекомых встречаются
представители двух отрядов: Chromadora и Enoplida.
В первом отряде представлены мелкие нематоды, живущие в
буровой муке в ходах короедов.
Подлинные паразиты насекомых объединены в сем. Mermithi-
dae отряда Enoplida.
MERMITHIDAE BRAUN — МЕРМИТИДЫ 1
К этому семейству относятся очень длинные нитевидные нема-
тоды, сворачивающиеся различными способами в теле насекомых.
Обычно их длина порядка 4—6 см, но известны виды с особями
длиной 30 см.
Головной и хвостовой конец тела суживающиеся. Вдоль всего
тела проходит кишечник, наполненный запасными веществами из
жирового тела хозяина. Эти вещества расходуются в процессе
развития личинки во взрослую особь. Кишечник окружен боль-
шим жировым телом, придающим нематоде белый цвет. У неко-
торых видов, например Mertnis nigrescens, черные яйца придают
телу самки темный оттенок. У видов, у которых кутикула предо-
храняет от высыхания, она относительно толстая (в большинстве
случаев у наземных видов). Виды, обитающие в воде, имеют тон-
кую кутикулу.
Поверхность кутикулы гладкая, под ней вдоль тела проходят
перекрещивающиеся боковые, спинные и брюшные волокна. Бо-
ковые волокна заполнены мелкими кристалликами, подобными
кристалликам из мальпигиевых сосудов насекомых. Пищевод
лишен мускулатуры, тянется далеко назад, в некоторых случаях
до анального отверстия. Из-за отсутствия в пищеводе мускулату-
ры поступление пищи из гемолимфы хозяина происходит непо-
средственно через поверхность тела, а затем через стенки пище-
вода. Яйца созревают в теле самок уже после того, как они по-
кидают хозяина. Мермитиды имеют различные приспособления,
позволяющие им прикрепляться к хозяину. У М. nigrescens яйца
чечевицеобразные, на вершине широкой стороны с обоих боков
выходят короткие шнуры, оканчивающиеся пучком волоконец.
Этими отростками яйцо закрепляется в сплетениях растений. Из
1 Автору книги, к сожалению, неизвестны работы по нематодам П. А. По-
ложенцева, В. Артюховского, И. А Рубцова. — Прим. ред.
39 Я. Вейзер
609
Рис. 83.
Л — яйца Мег mis nigrescens со специфическими вьющимися придатками, оканчивающиеся
кисточкой; Б — сильно увеличенная личинка; В — самка Gordius aquaticus, переплетенная
со шнуром яиц, которым обвиты стебли водных растений; Г — личинка G. aquaticus
в теле комара-дергуна, заключена в тонкую оболочку цисты; Д — подвижная личинка
G. aquaticus в том виде, как она проникает в тело насекомых.
чехла освобождается черное яйцо и из него выходит личинка со
стилетом, заражающая хозяина. Изучение нематод этого семей-
ства затрудняется тем, что для личиночных стадий, находящихся
в теле насекомых, в большинстве не установлены систематические
признаки. Период развития личинки в насекомом зависит от ско-
рости развития хозяина и длится от 1 месяца до 1 года. После
этого личинки мермитид покидают хозяина и уходят во влажную
почву, где они свертываются в клубочек: в каждом таком клу-
бочке обычно содержится одна самка и несколько самцов. В иных
случаях, например у нематод, паразитирующих на Chironomidae,
копуляция происходит в воде вскоре после выхода нематод из
хозяина. Период нахождения взрослых нематод в почве различен.
У Agamermis decaudata Christie наблюдали самок, остававшихся
в почве до 30 месяцев, при этом через два сезона они отклады-
вали яйца. У других видов самки погибают в течение зимы. Сам-
ки откладывают яйца вблизи своего местонахождения в почве
или на дне водоемов, в навозе и под камнями. В течение весны
из яиц отрождаются мелкие личинки, которые мигрируют в ти-
пичный для них биотоп, в струю потока, затопленные места или
на листья растений, увлажненные росой. Самки откладывают оп-
лодотворенные яйца, но бывает и партеногенез. Число отклады-
ваемых яиц у разных видов мермитид различной иногда достига-
ет нескольких тысяч. Импульсами к откладке яиц могут быть
свет, повышенная температура, красные и инфракрасные лучи.
Ряд наблюдений позволяет сделать вывод, что дождь служит сиг-
налом для выхода мермитид на поверхность почвы и выползания
610
на верхушки растений («дождь из червей»), где они откладывают
яйца. Остается невыясненным, заползают ли мермитиды в кроны
высоких деревьев, где зараженные ими насекомые встречаются
на высоте 30—40 Si. По всей вероятности, в данных случаях гу-
сеницы падали с таких деревьев, заражались на земле мермити-
дами, а затем вновь вползали на деревья.
Заражение насекомых-хозяев, обитающих в воде, происходит
личинками мермитид, а наземных насекомых также и яйцами.
Личинки мермитид после дождя и при росе встречаются на ра-
стениях в значительных количествах. В воде они передвигаются
партиями вниз по течению и заражают развивающихся в воде
насекомых, обычно находящихся в одной стадии развития. По-
скольку интенсивность заражения зависит от концентрации личи-
нок мермитид в воде, а также от продолжительности пребывания
насекомых в рое личинок, возможность заражения хозяев неоди-
накова в быстротекущей струе и в спокойных местах одного и
того же водоема. Инвазионные личинки мермитид могут выжи-
вать, ожидая хозяина несколько месяцев, питаясь жировыми за-
пасами, содержащимися в их кишечнике, не получая иной пищи.
Этим объясняется то, что мермитиды не заражают хозяина бак-
териями. Мермитиды проникают в хозяина с пищей или через его
кожные покровы. Для подавляющего большинства видов сведения
о способе проникновения в тело хозяев очень скудны.
Мермитиды поражают различные группы насекомых: Orthop-
tera, Coleoptera (Mermis, Complexomermis), водных Diptera (Pa-
ramermis, Hydromermis, Limnomermis, Pseudomermis, Gastromer-
mis, Amphidomermis). В ручейниках обнаружена мермитида
Eumermis, в двукрылых сем. Mycetophilidae мермитиды из родов
Aproctonema и Tetradonema. Некоторые виды мермитид из родов
Hexamermis и Agamermis специфичны для муравьев или саран-
чи. Многие виды мермитид не обладают большой избиратель-
ностью в отношении хозяев. Возможность заражения насекомых
мермитидами во многом зависит и от характера биотопа, в кото-
ром развивается хозяин и его паразит.
Количество мермитид в теле насекомых колеблется так же,
как и степень распространения болезни. В мелких насекомых — в
комарах, мошках, поденках, комарах-дергунах и т. п. -— обычно
содержится одна, максимум две мермитиды. В крупных насеко-
мых— личинках хрущей, больших гусеницах или саранче количе-
ство мермитид достигает 24 особей на одного хозяина. Распро-
странение болезни колеблется от единичных нахождений до
поражения 80—90% особей некоторых водных насекомых, особен-
но комаров-дергунов, личинок мошек или поденок.
Патогенез болезней, вызываемых нематодами этого семейства,
характеризуется прежде всего развитием септицемии после вы-
хода мермитид из тела хозяина. К этому времени большинство
органов хозяина сильно повреждено или же полностью уничто-
жено. Значительно ранее происходит замедление развития зара-
39*
611
женных личинок насекомых, и особи, по размеру соответствую-
щие четвертому возрасту личинок, имеют морфологические при-
знаки личинок третьего возраста. Уилер, затем Гессвальд [24] и
Вандель [67] описали морфологию и развитие мермитид в му-
равьях. Авторы допускают в некоторых случаях возможность пе-
реноса мермитидами микроспоридий, поражающих мошек или
поденок. Это предположение, однако, противоречит всему образу
жизни мермитид, которые не переходят из одной личинки хозяи-
на в другую.
Многие виды мермитид известны лишь во взрослом состоянии,
с другой стороны известно много видов насекомых хозяев, в ко-
торых развиваются личинки мермитид различного типа, но взрос-
лые нематоды из таких насекомых не были выделены. В связи с
этим необходимо дальнейшее исследование видов нематод дан-
ного семейства, которое обеспечило бы получение новых данных
о связи личинок и взрослых нематод.
Мермитиды хрущей. В Европе в определенных местностях не-
матоды этого семейства довольно часто встречаются в хрущах.
Нематод можно обнаружить на вспаханном поле в виде белых
клубочков, обычно уже отделившихся от личинок хрущей. У во-
сточного майского хруща под кутикулой личинок второго-треть-
его возраста хорошо видны нитевидные клубки сплетенных белых
личинок мермитид. В почве мермитиды находятся в виде шаро-
образных полых сплетений на глубине 5—15 см. Положенцев
[48] определил этих мермитид как Psammomermis korsakovi Fol.
Самцы заметно короче самок, их максимальная длина 6—7 см, а
диаметр тела 62—102 мк. Самки достигают длины 34 см. Соот-
ношение самок и самцов было почти равным: 43,9%’ самок и
56,1%' самцов, но в отдельных микроочагах наблюдалась явная
миграция самцов к самкам, хотя наряду с одиночными самка-
ми встречались самки, которым сопутствовало 2—3 самца. Оди-
ночные самцы наблюдались очень редко.
Отмечена также вертикальная миграция мермитид. В начале
мая нематоды находились на глубине 40—50 см, постепенно они
передвигались ближе к поверхности почвы, следуя за передвиже-
нием личинок хрущей и увлажнением почвы. В июне началась от-
кладка яиц, а во второй половине июня на зараженных полях
личинки хруща уже были заражены молодыми личинками мер-
митид. Зараженные нематодой особи обнаруживались при рас-
копках до сентября. В это время личинки мермитид выходят из
личинок хрущей и линяют в почве. Личинки, находящиеся в поч-
ве, были длиной 22—50 мм, с диаметром 26—29 мк. Личинки, вы-
деленные из личинок хрущей, достигали длины 116 см. На 1 м2
изучаемого очага в Бузулукском лесу Положенцев [48] находил
в среднем до 4,7 пораженных личинок хрущей и 33,8 свободножи-
вущих мермитид. В личинках хруща обычно было по одной, в
редких случаях по 2—3 личинки мермитид. В исследованном ма-
териале чаще всего были заражены личинки хрущей второго воз-
612
раста, несколько реже — личинки первого возраста и в единичных
случаях — третьего. В личинках последнего возраста, в куколках
и в жуках мермитиды не были обнаружены. Личинки мермитид
выходят из личинок жука через их ротовое отверстие головным
концом вперед. Иногда мермитиды выходят и из анального от-
верстия личинок хрущей. Развитие мермитид в личинках хрупн и
длится, по-видимому, два года. В некоторых местностях эта бо-
лезнь оказывает существенное влияние на развитие хрущей, сни-
жая их численность.
Мермитиды кобылок и саранчи. В разных видах кобылок,
саранчи и сверчков встречается несколько видов мермитид и сре-
ди них наиболее изучены Mermis subnigrescens Cobb и Agatner-
mis decaudata C. S. et Ch. Так же, как и вышеописанных мерми-
тид, эти виды можно обнаружить в почве в виде свернувшихся
клубком половозрелых нематод; здесь же происходит их копуля-
ция и откладка самками яиц. Вокруг одной самки собирается до
8 самцов. Кристи [31] наблюдал, что личинки Agamermis decauda-
ta выходили из Gonocephalum brevipenne Scudd. и Melanoplus
femurrubrum De Geer в августе, затем уходили глубоко в поч-
ву, где самка с несколькими самцами объединялись в клубки.
После непродолжительного периода созревания самки начинали
откладывать яйца, но при похолодании в ноябре откладка яиц
прекращалась и зимующие самки мермитид сохранялись до вес-
ны. Весной, в апреле—мае, когда почва прогревалась, самки вновь
начинали откладку яиц. В это же время развивались яйца, от-
ложенные в прошлом году, и отродившиеся из них личинки ми-
грировали к поверхности почвы. Выйдя наружу, личинки при
росе вползают на верхушки травянистых растений и проникают
в находящихся здесь личинок прямокрылых. Развитие мермитид
в саранче продолжается лишь один сезон и в сентябре—октябре
в почву уходят новые самцы и самки мермитид, но самки, остав-
шиеся в почве, все еще продолжают откладывать яйца, однако эти
самки после следующей зимовки погибают. Жизнь мермитид длит-
ся 3 сезона (примерно 31 месяц). Первый год они живут в саран-
че, второй год дозревают в почве и начинают откладывать яйца,
в третий сезон заканчивают откладку яиц и до наступления зимы
погибают.
Личинки мермитид проникают в тело саранчи чаще всего пос-
ле ее линьки, они пробуравливают мягкий кожный покров края
переднеспинки или между сегментами брюшка и проникают
.внутрь. Почти % длины тела мермитид приходится на хвостовую
часть, в которую не входит кишечник, но этот хвост обеспечивает
движение личинки. Когда личинка головной частью внедрится в
тело саранчи, ее подвижный конец обрывается в определенном
месте и отпадает. Возможно, что отпадение этой хвостовой части
обеспечивает стерильное проникновение личинки в тело хозяина.
Гемолимфа только что пораженного насекомого еще обладает
способностью к свертыванию и немедленно закрывает образован-
613
ную мермитидой ранку и в месте проникновения нематоды обра-
зуется темное пятно. В теле саранчи личинка мермитиды растет
очень быстро, ее кишечник позади закрывается и наполняется
резорбируемыми веществами белкового характера и жиром из
жирового тела хозяина. Через 1—2 месяца созревшая личинка
покидает тело хозяина и мигрирует в почву. В теле саранчи про-
исходят изменения прежде всего в составе гемолимфы, которая
служит главным источником питания мермитиды. Для возмеще-
ния потребленных нематодой веществ гемолимфы расходуется жи-
ровое тело насекомого, которое дегенерирует и в связи с этим
слабо развиваются или дегенерируют гонады хозяина. Общее ос-
лабление насекомых нематодой проявляется в замедленных дви-
жениях зараженных особей, в неспособности затягивания ранки,
образующейся при выходе нематоды, через которую и проникают
бактерии, вызывающие септицемию и гибель хозяина.
Mermis subnigrescens Cobb развивается аналогично преды-
дущему виду, но самки после оплодотворения, приобретают от-
рицательный геотропизм, заползают на верхушки растений, где при
росе откладывают на листья яйца, которыми заражаются насе-
комые, поедающие эти листья. Число особей мермитид в личин-
ках саранчи колеблется в зависимости от количества яиц мерми-
тиды на кормовом растении. Зараженная мермитидами личинка
саранчи потребляет больше пищи, чем здоровая, что приводит к
дополнительноему поглощению яиц нематод. При массовых зара-
жениях в одной личинке саранчи находили до 100 личинок мер-
митид, однако обычно их бывает по 1—5 штук. Внутри личинки
саранчи мермитиды не конкурируют, но если хозяин погибает
после выхода первой развившейся личинки нематоды, это причи-
няет ущерб всем находящимся в теле насекомого. Эта особен-
ность во многих случаях особенно сильно отражается на самках,
когда они развиваются в саранче вместе с самцами, так как раз-
витие самок продолжается по крайней мере в два раза дольше
(8—10 недель), чем самцов (4 недели). Самки могут откладывать
и неоплодотворенные яйца, которые также развиваются. Яйца
этой мермитиды черного цвета с ветвистыми отростками.
Мермитиды бабочек. У многих видов бабочек были обнаруже-
ны личинки мермитид. Чаще всего встречаются представители ро-
да Hexamermis или Complexomermis, в гусеницах и взрослых ба-
бочках (Hexamermis albicans Sieb. и Complexomermis elegans
Hagn.). Степень заражения колеблется от 3 до 60%' в зависимо-
сти от местности. В глубоких, относительно влажных лесных
ущельях с подлеском заражение насекомых, которые спускаются
на землю, достигают 40—60%, однако и у видов, которые обита-
ют высоко в кронах деревьев, эти мермитиды встречаются ча-
сто. Чапек и др. указывали, что популяция Choristoneura murina-
na в центральной Словакии заражена мермитидами не менее
чем на 4,7%. Это "соответствует обычному распространению бо-
лезни. В почве на глубине 10—425 см, где температура достигает
614
16—18°, мермитиды также собираются в клубочки. Из отложен-
ных самками яиц. отрождаются личинки, которые расползаются в
поисках хозяев — чаще всего это упавшие с деревьев гусеницы,
в последующем возвращающиеся в крону дерева.
В отличие от яиц мермитид ранее описанных видов, которые
сохраняют жизнеспособность на солнце и на открытом воздухе
несколько дней, яйца наземных видов мермитид погибают в су-
хих условиях уже через два часа.
Очень детальные исследования мермитид бабочек были про-
ведены Крайновой, Караваевой и Романенко [37]. В гусеницах яб-
лонной моли, Hyponomeuta malinellus L. и Н. padellus L. Rom.
они обнаружили Hexamermis albicans Sieb., H. ferghanensis Kir.
Каг. и личинок из рода Hexamermis, Amphidomermis, Complexo-
mermis и Mermis. В почвах обследованных местностей под пло-
довыми деревьями эти авторы находили на 1 м1 2 до 260 личинок
мермитид, а на открытых местах до 350 особей. (В среднем
135—160 мермитид на 1 м2). Степень заражения гусениц моли
составляла 12—80%, при этом болезнь чаще встречалась у гусе-
ниц старших (4—5-го) возрастов, но обнаружена также у куко-
лок и даже взрослых бабочек.
Подобное развитие этих гельминтозов наблюдалось в равнин-
ных лесах южной Моравии в очень влажном, ежегодно затопля-
емом подлеске при массовом размножении зимней пяденицы
и других бабочек.
Мермитиды водных двукрылых. Заражение мермитидами осо-
бенно часто встречается у личинок сем. Chironomidae, мошек,
иногда и у личинок комаров. Из мошек чаще всего поражаются
личинки весенних видов Simulium latipes L., S. reptans L., S. equ-
inum L., но также часто заражаются и позднее развивающиеся
виды рода Eusimulium. Определение вида хозяина, зараженного
мермитидами, затрудняется нарушением нормального развития
личинок. Личинки мермитид выходят из хозяина перед окуклива-
нием, разносятся водой и в тихих заводях скапливаются в боль-
шие клубки, которые обычно пристают к водной растительно-
сти или же оседают на дно, где и происходит созревание нема-
тод. В опытах, когда таких мермитид переносили во влажную или
сухую почву, нематоды погибали. Виды мермитид, поражающих
мошек, не изучены *. По данным Петерсона [46], в некоторых мест-
ностях Канады болезнью поражалось до 50% насекомых. Как
указывалось ранее и как сообщает Велч [80], из яиц, отложенных
половозрелыми самками на дно водоема, отрождаются личинки,
которые разносятся водой в места обитания молодых личинок
мошек, фильтрующих из воды пищевые вещества. При этом ли-
чинки мошек захватывают личинок мермитид, проникающих та-
1 Вейзеру, очевидно, неизвестна серия работ И. А. Рубцова по мермитидам
из мошек. — Прим. ред.
615
ким образом в .тело хозяина. В личинке мошки мермитиды раз-
виваются с апреля до мая. Если в период выхода мермитид име-
ет место нормальное движение воды, нематоды сносятся током
воды лишь на несколько дециметров, а затем они заползают в
осевшие на дно органические остатки и откладывают яйца. В ред-
ких случаях мермитиды поражают личинок насекомых послед-
них возрастов, при этом недоразвившиеся личинки превращаются
в куколок, а затем во взрослых мошек, из тела которых немато-
ды освобождаются при откладке мошками яиц. Таким путем
мермитиды попадают в верховья рек, откуда сносятся течением.
Но и без такого переноса мермитид их перемещение за год в не-
больших ручьях не превышает 3—4 м, и у истоков ручья, где
весной в половодье почва затопляется, всегда сохраняется опре-
деленная часть популяции мермитид на личинках мошек, обита-
ющих у берегов источника в виде самок нематод на дпе источ-
ника.
Во многих случаях отмечалось заражение мермитидами лишь
одного хозяина — они отсутствовали в других насекомых, обитаю-
щих в том же биотопе. На основе таких наблюдений высказыва-
лось предположение о специализации этих нематод. Однако было
установлено, что личинки или яйца мермитид появляются в воде
в количествах, достаточных для заражения личинок мошек в опре-
деленный короткий отрезок времени, и поэтому они заражали
личинок тех видов мошек, которые имелись в воде в это время,
а личинки других видов, появляющиеся позднее, не контактируют
с мермитидами. Степень распространения болезни среди насеко-
мых, обитающих в одной водной системе, зависит от скорости те-
чения воды.
В системе, состоящей из двух соединяющихся потоков, в одном
потоке болезнью было поражено 3%, а в другом — 60%’ личинок
Simulium equinum L.; в первом потоке скорость течения воды бы-
ла в три раза выше, чем во втором.
В комарах встречаются мермитиды Agamermis culicis Stiles и
Hydromermis churchillensis Welch. Это виды, развивающиеся в
стоячих водах. Мермитиды локализуются в груди, и в брюшке
комаров и в зараженных водоемах болезнью поражается иногда
100% насекомых, однако обычно болезнь встречается относи-
тельно редко. Обзор этих нематод приведен в работах Дженкинса
и Уэста [35] и в работе Велча [81, 82].
Имеющиеся в литературе сведения о мермитидах позволяют
характеризовать их как действенный фактор регулирования чис-
ленности вредителей, однако эти данные недостаточны для того,
чтобы оценить целесообразность использования мермитид в борь-
бе с насекомыми. Весьма вероятно, что мермитид можно с успехом
акклиматизировать в новых биотопах и расселять в ареалах вре-
дителей путем внесения в такие ареалы инвазионных стадий раз-
вития в периоды года, благоприятные для заражения определен-
ных популяций хозяев.
616
NEMATOMORPHA — ВОЛОСАТИКИ
Волосатики из группы Gordioidea также связаны в своем раз-
витии с насекомыми. От нематод они отличаются недоразвитой
пищеварительной трубкой и рядом второстепенных признаков.
Конец тела самок вытянут в небольшую вилочку, которая заме-
няет совокупительную сумку. Волосатики — очень плотные черви,
устойчивые к сдавливанию, проволокообразные, с круглым сече-
нием, обычно бурого цвета. В воде они обвивают стебли расте-
ний и свободный конец их тела вытянут по течению воды. Иног-
да несколько самок и большое количество самцов образуют хо-
рошо заметные клубки. Самец передает самке сперму в слизи-
стом сперматофоре, которым обволакивает конец тела самки.
Шаровидные яйца откладываются соединенными в длинные, мяг-
кие, слизистые шнуры, которыми волосатики обвивают стебли
растений или же эти шнуры находятся внутри клубка волосати-
ков. Количество яиц в таких шнурах очень велико. Везенберг-
Лунд [88] обнаружил в шнуре длиной 154 мм более 500 000 яиц.
Из яиц отрождаются личинки, очень похожие на мелких скреб-
ней. Личинки появляются в такой массе, что покрывают поверх-
ность водоема сероватой пленкой. На головном конце личинки
имеется острое рыльце с тремя стилетами и с венком из боковых
шипов у основания. Личинка постоянно шевелит рыльцем взад и
вперед. В насекомых они попадают с кормом через ротовое от-
верстие, а в полость тела проникают, по-видимому, из кишечника.
Однако развиваются волосатики лишь в определенном, специфич-
ном для них хозяине, например в водолюбах, в стрекозах, а также
в кобылках и т. п. Водолюбы могут носить в себе до нескольких
десятков червей одновременно. Везенберг-Лунд наблюдал выход
из одной особи Decticus verrucivorus восьми волосатиков Gordi-
us aquaticus Dug., причем общая длина вытянутых червей со-
ставляла 3,3 м. Из наземных насекомых-хозяев волосатики вы-
ходят, когда эти насекомые пьют воду. Вышедшие личинки затем,
ищут какие-либо растения вокруг водоема и на их листьях инци-
стируются в кожистые цисты, которыми заражаются новые хозя-
ева, поедающие эти листья. По наблюдениям исследователей, не-
которые виды волосатиков способны заражать хозяина как в ста-
дии личинки, заглатываемой насекомым в водоеме, так и неспе-
цифического хозяина, который становится пассивным носителем
инцистированной личинки и передает ее другим хозяевам — сво-
им хищникам.
Эти взаимосвязи были изучены для Gordius aquaticus Dug.,
но они нуждаются в проверке для остальных видов. Дорье [4] по-
казал на Parachordodes gemmatus Villot, что откладка яиц про-
исходит через 5 дней после копуляции и каждые 10 минут самка
выделяет 1 мм шнура яиц. Эмбриональное развитие при темпе-
ратуре 13° С длится 80 дней, при 18—20° — около недели. Личин-
ки первого возраста живут неделю, следующие возрасты активны
617
не более 24 часов, после чего впадают в латентное состояние.
Цист не образуют, но прикрепляются к субстрату несколькими
нитями и остаются в таком состоянии до контакта с хозяином.
Виды волосатиков различаются по форме переднего и заднего
конца тела, по окраске и рельефу кутикулы. Гавлик [25—27]
обнаружил в Чехословакии 14 видов волосатиков и в их числе име-
ются виды, для которых известны насекомые-хозяева личинок. Од-
нако в связи с тем, что развитие личинок волосатиков в насеко-
мых протекает вплоть до достижения половой зрелости, облегча-
ется определение видовой принадлежности волосатиков из
отдельных хозяев. Хозяевами волосатиков являются жуки, прямо-
крылые стрекозы и ручейники, значительно реже они паразити-
руют в насекомых других групп. Действие волосатиков на насе-
комых такое же, как и действие мермитид, насекомые погибают
после выхода из них червей. Скьяккитано [51] описал много тро-
пических видов волосатиков.
Указатель литературы
1. В о vie n Р., Vidensk: Medd. fra Dansk Naturhist. Forening, 94, 13—32, 1932.
2. Bovien P., Vidensk. Medd. fra Dansk Naturhist. Forening, 101, 1—114, 1937.
3. Cobb N. A., J. Parasit., 13, 66—72, 1926.
4. Dori er A., Trav. Lab. Hydrobiol. Pise. Univ. Grenoble, 25—26 (sep.), 1935.
5. Dufour L., Ann. Sci. Nat. Zool., (2), 7, 5—20, 1837.
6. Dumbleton L. J., N. Z. J. Sci. Technol., 27, 76—81, 1945.
7. Dutky S. R., Adv. appl. Microbiology, 1, 175—200, 1950.
8. Dutky S. R., Hough W. S., Proc. Ent. Soc. Washington, 57, 244, 1955.
9. Dutky S. R., Thompson J. V., USDA 3216—55 press-bull., 8, XII, 1955.
10. F i 1 i p j e v I. N., Parasitologiceskj sbornik, 4, 229—239, 1934.
11. Filipjev I. N., Schuurmans Stekhoven P. H., A manual of agri-
cultural helminthology, Brill, Leninen, 873 pp., 1941.
12. Fuchs G„ Zool. Jb. (Syst.), 38, 109—222, 1915.
13. F u c h s G., Z. Parasitenk., 12, 248—285, 1929.
14. Girth H. B„ McCoy E. E., Glaser R. W., N. Jersey Agr. Circ. 317,
21 pp., 1940.
15. Glaser R. W., Science, 73, 614—615, 1931.
16. Glaser R. W., N. Jersey Dept. Agr. Bur. Plant Ind. Circ. 211, 34 pp., 1932.
17. Glaser R. W., Proc. Soc. Exptl. Biol. Med., 43, 512—514, 1940.
18. Glaser R. W., Fox H., Science, 71, 16—17, 1930.
19. Glaser R. W., McCoy E. E., Girth H. B„ J. Parasitol., 26, 479—495,
1940.
20. Glaser R. W., McCoy E. E., Girth H. B„ J. ParasitoL, 28, 123—126,
1942.
21. Glaser R. W., Stoll N. R., J. Parasitol., 26, 87—94, 1940.
22. Goodey T., Phil. Trans., Ser. B., 218, 315—343, 1930.
23. GSsswald K-, Zool. Anz., 84, 202—204, 1929.
24. Gdsswald K., Zool. Anz., 90, 13—27, 1930.
25. Havlik O., Vest. Cs. spol. zool., 11, 159—184, 1947.
26. Havlik O., Vest. Cs. spol. zool., 13, 101—110, 1949.
27. Havlik O., (5s. parasitologie, I, 85—95, NCSAV, Praha, 1954.
28. Hirschipann H., Zool. Jb. (Syst.), 80, 132—170, 1951.
29. Hoy J. M., Parasitology, 44, 392—399, 1954.
618
30. C h i t w о о d В. G., Chitwood M. B., An introduction to nematology,
213 pp., Baltimore, 1950.
31. Christie J. R., J. Agr. Res., 52, 161—198, 1936.
32. Christie J. R., J. Agr. Res., 55, 352—364, 1937.
33. Jackson G. J., Expt. Parasitol., 12, 25—32, 1962.
34. Jackson G. J., Priv. commun., 1962.
35. Jenkins D. W., West A. S., Mosquito News, 14, 139—143, 1954.
36. К н p ь я н о в а Е. С., Пучкова Л. В., Труды Зоол. Инет. АН СССР, 18,
53—62, 1955.
37. К и р ь я н о в а Е. С., Караваева Р. П., Романенко К. Е„ Труды
Киргизской лесной опытной станции, 11, 195—240, 1959.
38. Kramer J. Р., Pathogens of vertebrates and plants of their acarine and
insect vectors. Insect Pathology, I, 251—272, Academic Press, N. York, 1963.
39. L e b i e d B., Une nouvelle thfeorie endfemiologique. Sur le rble de function du
parasitisme mecanisme du vol du vecteur comme facteur decisif de I’etablisse-
ment du foyer d’endemicitfc de 1’Onchocercose et de la filariose en general,
54 pp., Darantiere, Dijon, 1950.
40. L e i b e s p e r g e r E., Die Oxyuroidea der europaischen Arthropoden. Parasi-
tologische Schriftenreihe, 11, 150 pp., Fischer, Jena, 1960.
41. McCoy E. E., Girth H. B., N. Jersey Dept. Agr. Plant Ind. Circ. 285,
12 pp., 1938.
42. McCoy E. E., Glaser R. W., N. Jersey Dept. Agr. Circ. 265, 9 pp., 1936.
43. Noe G., Ric. Lab. Anat. Norm. Univ. Roma, 8, 275—353, 1901.
44. M с С о у E. E., G i r t h H. B., Glaser R. W., J. Parasitol., 24, 471—472,
1938.
45. Palm N. B., Opuscula Entomol., Suppl. 7, 101 pp., 1948.
46. Peterson В. V., Can. Entomol., 92, 266—274, 1960.
47. P i s t e у W. R., Expt. Parasitol., 8, 596—608, 1959.
48. Положенев П. А., Труды Башкирской н.-и. вет. станции, 3, 301—441,
1941.
49. L a Rivers I., The Wasmann Collector, 7, 177—206, 1949.
50. R ii h m W., Die Nemotoden der Ipiden. Parasitologische Schriftenreihe, 6,
437 pp., Fischer, Jena, 1956.
51. Sacchitano I., Ann. Mus6e R. du Congo Beige, Tervuren 8, Zool., 67, 111 pp.
52. С к p я б и н К. И., Ш н x о б а л о в а Н. П., Мозговой А. А., Определи-
тель паразитических нематод, II, 631 стр., Изд. АН СССР, Москва, 1951.
53. Скрябин К. И., Шихобалова Н. П., Соболев А. А., Парамо-
нов А. А., Судариков В. Е., Определитель паразитических нематод, IV,
927 стр., Изд. АН СССР, 1954.
54. Stammer Н. J., Proc. XIV. Int. Congr. Zoology, Copenhagen, 1953, 349—358,
1956.
55. Steiner G., Centralbl. Bakt., 59, 14—18, 1923.
56. Steiner G., J. Washington Acad. Sci., 19, 436—440. 1929.
57. Steiner G„ Zool. Anz., 80, 143—145, 1929.
58. Steiner G., In: Glasser, McCoy, Girth [20], 1942.
59. Steinhaus E. A., Principles of insect pathology, 757 pp., McGraw-Hill,
1949.
60. Stoll N. R„ J. Parasit., 34, 12, 1948.
61. Stoll N. R., J. Parasit., 39, 422—444, 1953.
62. Stoll N. R„ Ann. N. York Acad. Sci., 77, 126—136, 1959.
63. S a C a - j ii n, Kand. Diss, prace, Ent. iistav CSAV, 103 pp., 1962.
64. Theodorides J., Vie et Milieu, Suppl., 4, 310 pp., 1955.
65. Trager W., J. Protozool., 4, 269—276, 1957.
66. Travassos L., Boll. Biologico, 19, 150—154, 1931.
67. V a n d e 1 A., Bull. Biol. France Beige, 64, 458-—494, 1930.
68. Weingartner I., Zool. Jb. (Syst.), 83, 248—317, 1955.
69. Weiser J., Cs. parasitologie, I, 273—290, NCSAV, Praha, 1954.
70. Weiser J., Vest. Cs. spol. zool., 18, 217—224, 1954.
619
71. Weiser J., Vest. Cs. spol. zool., 19, 44—52, 1955.
72. Weiser J., Vest. Cs. spol. zool., 19, 374—380, 1955.
73. W e i s e r J., Trans. 1st Int. Conf. Insect Pathology, Praha, 331—336, 1958.
74. Weiser J., Vest. Cs. spol. zool., 24, 74—78, 1960.
75,'Weiser J., Verh. XI. Kongr. Entomologie, Wien, II, 880—882, 1961.
76. Weiser J., Int. Coll, de pathol. d’insectes, Paris, 64—75, 1962.
77. Weiser J., Кб hl er W., Cs. parasitologic, II, 185—190, NCSAV, Praha,
1955
78. Weiser J., KChler W., Roczniki Nauk Lesnych, 11, 93—110, 1955.
79. Welch H. E., Ann. Rept. Entom. Soc. Ontario, 88, 53—54, 1958.
80. Welch H. E„ Parasitology, 49, 83—103, 1959.
81. Welch H. E., Proc. Helmintol. Soc., Washington, 27, 203—206, 1960.
82. Welch H. E„ Can. J. Zool., 38, 467—474, 1960.
83. Welch H. E., Nematode infections. Insect Pathology, II, 363—392, Acade-
mic Press, New. York, 1963.
84. Welch H. E„ Briand J. L., Can. Entomol., 93, 759—763, 1961.
85. Welch H. E„ Briand J. L., Proc. Ent. Soc. Ontario, 91, 197—202, 1961.
86. Welch H. E„ Bro skill J. F„ Can. J. Zool., 40, 1263—1268, 1962.
87. Wesenberg-Lund C., Intern. Review d. Ges. Limnologie, 3, 122—127,
1910.
88. Wesenberg-Lund C., Biologie der Sfisswassertiere, I, Wirbellose Tiere,
817 pp., Springer. Wien, 1939.
89. Vо n Z waluenbur g R. H., Bull. Expt. Sta. Hawaii Sugar Planter’s Assoc.
Entomol. Sect., 20, 68 pp., 1928.
Указатель латинских названий
Ablabesmyia lentiginosa 540
Abraxas grossulariata 501
Acanthoclisis baeticus 412
Acantholyda nemoralis 248, 591
Acanthospora pileata 410, 411
Acer saccharum 86
Achroia grisella 105, 422, 423
Achromobacter 255, 264
Achromobacter eurydice 243
Aclypea undata 321
Acremonium cleoni 377
Acronycta aceris 95
— psi 107
— rumicis 107
Acrostalagmus spp. 348
Actinocephalidae 407, 409
Actinocephalus 409
— acutispora 410
— dytiscorum' 409
— parvus 409
— stelliformis 409
Actinomyxidia 449
Actinomyxidiida 448, 449
Acyrtosiphon onobrychis 329
Adelges piceae 377
Adeleidea 434, 439
Adelina 434, 439
Adelina akidum 436'
— cryptocerci 438
— mesnili 438
— sericesthis 436, 437
— simplex 436
— tenebrionis 436
— tipulae 438
— transita 438
— tribolii 436
— zonula 436
Aedes spp. 259, 337,395,471,533,539
— aegypti 395, 413, 444, 530, 533,
553, 564
— albopictus 297—299, 413
— annulipes 537
— australis 303
— calceatus 553
— cantans 164
— communis 537
— fulgens 553
— (Finleya) geniculatus 412, 413
— haworthi 553
— koreicus 413
— marshalli 553
— melanimon 538
— metallicus 553
— polynesiensis 299
— scutellaris 553
— squamiger 538
— sticticus 537, 602
— taeniorrhynchus 164, 564
— vexans 248, 303, 395, 537
Aeggerita webberi 346
Aerobacter aerogenes 251
Aeromonas sp. 255
Aeschna grandis 492, 493
Agamermis sp. 611
— culicis 616
— decaudata 610, 513
Aglais urticae 75, 95, 105, 107, 212,
554
Agrion puella 411
Agriotes sp. 579
— obscurus 163
Agrotis (Euxoa) segetum 151, 333,
342, 380, 510, 529
— fennica 332
pronubana 396
Akis sp. 409
— acuminata 420
— algeriana 420, 436
Alcaligenes sp. 255, 264, 587
— fecalis 586'
— odorans 586
Aletia oxygala luteopalens 529
Aleurobius farinae 352
Aleurocanthus woglumi 346
Aleurothrixus howardi 346
Allantonema mirabile 604
— morosa 605
Allantonematidae 603
Alsophila pometaria 214
Alydus sp. 439
Amasia funebris 530
Ameletus ludens 489
Amitermes sp. 439
Amoebina 388
Amorbia essigana 211
Amphidomermis 611, 615
Amphimallon majalis 222, 223, 227,
228, 230, 345
— solstitialis 177, 178, 223, 345,554
Ancylis comptana 524
Ancyrophora gracilis 410, 411
Anilastus ebenius 474, 502, 522
Anisolobus 408
— dacnaecola 408, 410
Anisoplia austriaca 14, 276, 287, 342,
343
621
Anisota rtibicunda 211
Anomala dtibia aenea 178
— orientalis 220, 230, 231, 576
Anopheles sp. 337, 533
— atroparvus 444
— bifurcatus 537
— claviger 430
— crucians 530, 537
— funestus 272, 538
— gambiae 272, 298, 468, 533—535
— hyrcanus 538
— maculipennis 273, 299, 471, 530,
536', 537
— melas 534
— nili 396
— punctipennis 537
— pseudopunctipennis franciscanus
444
— quadrimaculatus 444, 530, 533, 537,
538, 564
— stephensi 395, 535
Antherea pernyi 75, 83, 86, 95, 107,
127, 163, 211, 246, 513, 518
— yamamai 75
Anthomyidae 310
Apanteles spp. 102, 157, 521, 522
— aporiae 502
— fumiferanae 475, 503, 525
— glomeratus 31, 36', 59, 259, 273,
459, 474, 475, 501, 502, 521, 522
— harrisinae 157
— medicaginis 102
— murinanae 503, 525
Apechtes resinator 503
Apethymus braccatus 322, 376
Aphasmida 564, 609
Aphelenchoidea 603
Aphelinus mali 3
Aphis rumicis 497
Aphodius fimetarius 596
— howitti 222, 230, 438
— prodromius 408
Aphomia gularis 199
Apiochaeta rufipes 430
Apis mellifera 253, 296, 390, 408, 471
Aplectana kraussei 567
Apoidea 501
Aporia crataegi 83, 212, 502, 511, 518
Aproctonema 611
Aquarius najas 496
Archaeopsylia erinacei 544
Archips cerasivorana 511, 526
Arctia caja 75, 128, 211, 350, 513
— villica 126', 128
Arctocorixa interrupta 396
Argyanis lathonia 83
Aschersonia aleyrodis 346
Asclepiadaceae 397
Ascocystis sp. 412, 413
— mackiei 413
Ascomycetes 337
Ascosphaera apis 357
Asida sp. 409
Asiomethis muricatus 321
Aspergillus flavus 277, 279, 340
— fumigatus 479
— parasiticus 340, 341
Astasia quartana 556
Asterophora 404, 409
— phiiica 410
Auchmeromyia luteola 395
Autoserica castanea 222, 230, 231,576
Bacillidium 454, 472, 486
— bacilliforme 531, 540
— tetrasporum 531, 540
Bacillus 231, 26'4
— alvei 243
— anthracis 197
— blattae 231
— bombycis 14, 193, 196, 198
— brandenburgensis 234
— burrii 234
— cereus 192, 193, 196, 197, 202,
204
— ephestiae 194, 197, 198
— euloomarachae 230, 231, 263
— finitimus 195, 197, 199
— fribourgensis 217, 223
- - larvae 37, 189, 192, 232, 233,
235
— laterosporus 38, 243
— lentimorbus 3, 188, 189, 192, 217,
228—231, 263
— megatherium 197
— mycoides 204
— noctuarum 254, 255
— pluton 243
— poncei 37
— popilliae 3, 24, 38, 59, 189, 192,
217—231, 242, 263
— pyraustae 197
— sphingidis 254
— thuringiensis 11, 14, 17, 22, 26,
28, 38, 57, 59, 186, 192—220,
225, 226, 234, 239, 242, 249, 258,
259, 262, 263, 367, 368, 370
----alesti 14, 195—199, 216
----anduze 14, 195—198, 213, 214
-----cazaubon 17, 194, 196—198
----dendrolimus 195—199, 214
----entomocidus 195, 196, 199
— — galleriae 194—196', 197, 199,
210, 216
----gelechiae 194, 196—198
----sotto 193, 195—198, 200, 201
Bacterium (Lactobacillus) eurydice 243
— leptinotarsae 254
— melolonthae liquefaciens 254
— monachae 96
622
Badtis sp. 488, 489
— buceratus 409
— pumilis 489, 490
— pygmata 489
— rhodani 287, 489
— vernus 409
Barathra brassicae 259, 333
Barrouxia bellostomatis 434
— ornata 434
— schneideri 434
Barrouxiidae 433
Bartonellaceae 173
Basidiobolus 306
Basidiomycetes 337
Beauveria spp. 22, 275, 276, 279, 280,
356, 361, 364, 371, 375
— acridiorum 365
— bassiana 4, 23, 36, 59, 258, 276,
277, 280, 343, 362—376
— brongniarti 365
— (Tritirachium) brumpti 362, 367
— delacroixi 365
— delavarensis 365
— densa 362, 365
— doryphorae 365
— effusa 365
— epigea 372
— globulifera 16, 365
— laxa 365
— melolonthae 365
— shiotae 365, 372
— stephanoderes 365
Beauveria tenella 364, 365, 372, 374,
375
— vexans 365
Belostomum sp. 434
Belostoma sp. 391
Bergoldia sp. 67, 68, 143
— brassicae 146', 147
— calypta 148
— daboia 147, 151
— euxoae 151
— kovachevichi 152
— virulenta 146
Bergoldiavirus 143
Bergoldiaideae 67, 142
Betula alba 86
Bibio bibionis 579
— ferruginatus 578, 579
— fulviventris 579
— hortulanus 568, 578, 579
— laniger 579
— marci 163, 411
— varipes 530, 579
Bibionidae 532, 579
Birdia sp. 66, 68, 71, 76, 80, 112—
114, 136
— diprionis 116, 117, 120, 124
— gilpiniae 119—122, 124
Biston hirtaria 95
Blabera atropus 273
Blaps sp. 293, 409, 420
— gigas 409, 420
— mortisaga 436
— mucronata 292, 409
Blastocladialcs 283, 297
Blastodendrion pseudococci 340
Blatta orientalis 231, 232, 255, 273,
284, 391, 400, 412, 493
Blattella germanica 232, 593
— laponica 408
Blissus leucopterus 16, 276, 362, 374
Bombus hortorum 501
— lapidarius 501, 606
— latreilleus 501
— terrestris 501, 606
— venustus 501
Bombycidae 211
Bombyx mori 14, 94, 131, 133, 160,
196, 211, 510
Borrelia 271, 272, 273
— berbera 271
— blattae 273
— crocidurae 271, 272
— ctenocephali 273
— culicis 273
— glossinae 272
— grassii 273
— melophagi 273
— minei 273
— noelleri 273
— parva 273
— phlebotomi 273
— recurrentis 271
— stylopygae 273
— termitis 273
Borrelina 66, 68, 79—81, 111, 113,
143
— anthelus 66, 110
— armigera 106
— bombycis 65, 66, 69, 70, 72,
82—84, 89, 94, 95
— campeoles 101
— efficiens 97
— flacheriae 65
— fumiferanae 108
— galleriae 73, 76, 78, 82, 104
— hyphantriae 66, 102
— litura 106
— pernyi 107
— pieris 65
— pityocampa 103
— reprimens 75, 99, 100, 127
— stilpnotiae 75
Borrelinavirus 66, 80
Borrelinoideae 66, 79
Bothriopsis 411
Bothinoderes punctiventris 15, 276,
287, 342, 344, 375, 377, 380, 593
Brasolis astyra 510
623
Brevibacterium 255, 264
Bulbocephalus 409
Bupalus piniarius 215, 253, 359
Cacconema 539
Cacoecia crataegana 210, 249, 259,
511
— murinana 24
Cactoblastis cactorum 476, 510, 524
Caenis sp. 408
— macrura 488, 490
Callimorpha jacobeae 501
Calliphora erythrocephala 395, 501,
544, 590
— vomitoria 163, 326, 328, 532,
544
Calliptamus differentialis 321
— italicus 321
Calonympha grassii 401
Calophasia lunula 127
Caloptenus sp. 252
Calopteryx sp. 492
— virgo 411, 493
Calosoma sycophanta 459, 519
Calotermes sp. 273
— flavicollis 401
— lucifugus 494
Camnula pellucida 248, 252, 253
Camptochironomus tentans 139, 181—
183, 540
Cantharis fusca 459
Capsula brillians 155, 156
Capsulatus 143
Capsulavirus 67, 68, 143, 155
Carabidae 558
Carabus sp. 409
— auratus 411, 414
— convexus 554
— violaceus 411, 554
Carausius morosus 132, 555
Carpasina nipponensis 360
Carpocapsa pomonella 24, 44, 154,
211, 370, 471, 511, 524
Catenarisciae 297
Caudospora sp. 457, 472, 485
— simulii 25, 458, 532, 542, 543
Caugourdella 486'
Caugourdellidae 456, 486
Caulieryella 418, 429, 431
— annulatae 430
— anophelis 430
— apiochaetae 430
— maligna 430
— pipientis 430
Celes variabilis 321
Cellerio galli 107
Cellia alopha 430
Centroptilium luteolum 488—490
Cephaleia abietis 47, 264, 567, 569
Cephaloglypta murinanae 503, 525
Cephalosporium sp. 275, 348, 355, 356
— lecqnii 353
— militare 350
Cerapteryx graminis 211
Ceratomyia catalpae 579
Ceratophyllus sp. 441
— fasciatus 388, 398
— gallinae 396, 440
Ceratopogon sp. 531, 541
— solstitialis 411, 432
Cetonia aurata 222, 345, 554
Ceutophilus sp. 321
Chagasella alydi 439
— hartmanni 439
Chaoborus sp. 530
— (=Corethra) 632
Chaoborus crystallinus 530, 533
— flavicans 533
Chilo simplex 513
— supressalis 360
Chironomidae 610
Chironomus sp. 530, 531, 541
— anthracinus 540
— nynchoides 531, 540
— plumosus 253, 360, 531, 540, 554
— tentans 531
— thummi 531, 539
Chlamidozoa 80, 96
Chlamidozoon bombycis 80, 94
Choristoneura crataegana 211
— fumiferana 86,108, 109, 126, 143,
148, 149, 211, 354, 475, 511, 524, 525
— murinana 44, 48, 86, 108, 109,
143, 145, 148—151, 211, 214,
259, 503, 511, 524—526, 614
— pinus 109, 526
Chorisagrotis auxiliaris 152
Chromadora 564, 609
Chromaphis juglandicola 325
Chrysomphalus aonidum 289, 346
Chrysopa californica 524
— perla 36, 126
Chrysozona duttoni 396
— vandenbrandeni 396
Chytridiaceae 263, 274, 278, 450
Chytridiales 283, 284
Chytridiopsis sp. 284
— aquaticus 293
— clerci 293
— socius 292, 293
— variabilis 293
Ciliophora, 386, 387
Cimbex sp. 334
Cimex lectularius 173, 394
— rotundatus 496
Cirphis unipuncta 160
Citrobacter 264
Cleonus mendicus 568
Cloaca 245, 264
— cloacae 189, 251
624
Cloeon sp. 488, 489
— dipterum 488, 490
— rufulum 286, 450, 488—490
Clostridium sp. 238, 242
— brevifaciens 25, 189, 192, 239,
240, 242
— malacosomae 239, 240
Clysia ambiguella 512
Cnidosporidia 448, 449
Coccinella bipunctata 352
Coccidiidea 402, 433, 448
Coccobacillus acridiorum 17, 185,
250—252, 265
Cochlidon limacodes 95
Coelogregarina ephestiae 422
Coelomomyces sp. 46, 51, 56, 277,
298, 299
— africanus 299
— anophelesica 299
— ascariformis 299
— bisymmetricum 299
— carnsensis 299
— cribrosus 299
— chironomi 300, 301
— dodgei 299
— finlayae 299
— indiana 299
— keilini 299
— lativittatus 299
— macleayae 299
— notonectae 300
— pentangulatus 300
— psorophorae 299, 303
— punctatus 299
— quadrangulatus 300
— sculptosporosus 299
— solomonis 299
— stegomyiae 297—300
— tasmaniensis 299, 303
— uranotaeniae 299
— walkeri 299
Coelomycidium 30, 277, 283, 284
287
— ephemerae 286
— simulii 24, 284, 285, 287
Coelosporidium sp. 284
— periplanetae 284
Coffea arabica 397
Coleoptera 611
Coleorrhynchus 411
Coleospora binucleata 295, 296'
Colias lesbia 101, 212, 511, 523
— philodice eurytheme 87, 91, 100
132, 133, 147, 212, 213, 524
Colpidium colpoda 554, 555
Colpoda steini, 555
Cometoides 411
Complexomermis sp. 611, 614, 615
— elegans 614
Conidiobolus 304, 307, 317, 319
— brefeldianus, 320
— coronatus 310, 313, 315—317,
320, 329
Contortylenchus diplogaster 604, 605
Convolvulus sepium 397
Cordulia aenea 558
Cordyceps sp. 24, 52, 279, 282, 347—
350, 353—355, 376
— clavulata 352, 353
— dittmari 351
— entomocida 354
— gracilis 354
— huegeli 347
— militaris 277, 350
— norvegica 279, 347
— pruinosa 350
— sinensis 276, 347
— takaomontana 350
— tuberculata 351
Corinebacterium diptheriae 37
Corycella armata 411
Cosmotriche poptatoria 107
Cossus cossus 510
Costelytra zealandica 593
Cotalpa sp. 576’
Cotinis nitida 576
Coxiella burnetti 174, 175
Crambus bonifatellus 215, 373, 480,
510, 522
Cremastus flavoorbitalis 524
Crithidia sp. 395, 397
— conorrhinae 396
— culicis 395
— fasciculata 395
— flexonema 396
— haematopinae 396
— lesnei 395
— minuta 396
— neocelliae 395
— pulicis 396
— simuliae 396
— sabulata 396
— tabani 396
— tenuis 396
Crocodilus nilotus 441
Cryphalus piceae 566
Cryptocerus 401
Cryptorrhynchoides lapathi 248, 597.
602
Cryptotermes grassii
Crypturglisxpussillus 566
Chrysomelidaek 407
Crystalloplasma'-jrolyedricum 94
Ctenocephalides Canis 388, 394, 396
544
— felis 174, 273, 396, 545
Ctenolepisma longicauda 487
Ctenophthalmus assimilis 441
Cubitermes sp. 391
40 Я. Вейзер
625
Cucujidae 409
Culex sp. 273, 337, 533
— apicalis 530, 537, 538
— decens 553
— erythrothorax 538
— • fatigans 441
— gelidus 536
— leprincei 530
— nebulosus 553
— pipiens 248, 323, 395, 398, 430,
444, 530, 535, 536, 590, 602
— quinquefasciatus 174
— tarsalis 537
— territanus 536, 537
— thriambus 538
— tritaeniorrhynchus 530, 536
Culicicola sp. 318, 324
— culicis 324
— chromaphidis 324
Culiseta incidens 538
— inornata 538
Cyclocephala borealis 222
— immaculata 222
Cyclophyllidea 558
Cyphon pallidulus 408
Cystocephalus algerianus 409
Dacne rufifrons 408
Danaus erippus 510
— plexippus 524
Dasyhelea obscura 338, 339
Dasychira pudibunda 128, 131, 211,
359
Datana ministra 211
— integerrima 211
Debaryomyces tyrdcola 65
Decticus verrucivorus 554, 617
Dendarus tristis 420
Dendrolimus pini 83, 95, 104, 211,
248, 350
— sibiricus 198, 211, 214
Dendrorhynchus sp. 404, 411
— systeni 411
Dermacentroxenus acari 174, 175
— conori 174, 175
— rickettsi 174, 175
Dermanyssus avium 443
Dermestidae 558
Diacrisia virginica 211
Dialeurodes citrifolii 346
Diamesa thienemanni 531
Diaperis boleti 293
Dibrachys boucheanus 423
— cavus 502
Didymorphyes gigantea 403, 408, 410
— leuckarti 408
— paradoxa 408
Dicnidea 491
Dicranomerus agilis 397
Dilophilus vulgaris 578
Dione juno 511
— vanillae 510
Diplocystidae 407, 411
Diplocystis sp. 412
— major 412
— schneideri 412
Diplogaster sp. 24, 597
— biformis 597
— brevicauda 597
— entomophaga 597
Diplogasteridae 565, 596, 597
Diplogasteritus 596
Diprion hercyniae 71
Diptera 356, 411, 611
Dirofilaria immitis 564
— tenuis 564
Discorrhynchus sp. 411
— truncatus 410
Dissosteira Carolina 252
Dobellina mesnili 391
Dorcus parallelopipedus 411
Drosophils sp. 395, 397
— confusa 395, 532, 544
— melanogaster 310, 326
Duboscqia 293, 486
— legeri 494
Dysdercus ruficollis 439
Dytiscus marginatus 505
Ecdyonurus venosus 29, 291, 466, 488
Elastovirinae 140
Elastovirus tipulae 140
Eleodes 409
Embia solieri 438
Empusa 316
Endamoeba blattae 391
— disparata 391
— majestas 391
— sabulosa 391
— simulans 391
Endoblastidium caulleryi 287
— legeri 292
Endochironomus junicola 540
Endolimax suggrandis 391
— termitis 391
Enoplida 564, 609
Entamoeba apis 391
— belostomae 391
— minchini 391
Enterella stethorae 173
Enterobacter 251, 255
— cloacae 250—254
Enterocystis ensis 408, 410
— fungoides 408
— palmata 409
— rithrogenae 408
Entomophaga 311, 317, 320
— (Lichia) apiculata 313, 323
— aulicae 313, 321, 322
— conglomerate 323
626
— destruens 311, 313, 323, 324
— grylli 23, 263, 309, 310, 313,
320, 321
— obscura 310, 313
— papillata 310, 322
— thaxteriana, 313, 322
— tenthredinis 322
- tipulae 313
— (Lichia) virulenta 310—313, 316,
329
Entomophthora sp. 30, 280, 316—318,
325
— americana 313
— anisopliae 14
— coronata 320
— delphacis 313
— grylli 377
— henrici 313
— ignobilis 316
— lauxaniae 334
— muscae 276, 305, 306, 309—313,
325, 326
— pseudococci 313
— scatophagae 327
— sphaerosperma 327
— virescens 332
- weberi 309, 327
— zabri 328
• Entomophthoraceae 263, 273, 277, 279,
282, 305, 306, 313, 316, 317, 330,
377
Entomophthorales 283
Eoxoglugea vibrio 531
Epeorus torrentium 489, 491
Ephemera sp. 489
— danica 491
— vulgata 489
Ephemerella ignita 489
Ephestia elutella 593
— kuehniella 22, 24, 58, 59, 194—
198, 209, 213, 260, 342, 351,
422, 512, 528
Epinotia (Epiblema) nigricana 145,
149, 150, 259, 525
Erannia tiliaria 211
Eriogaster lanestris 211, 511, 512
520
Erwinia 264
Erynia 328
Escherichia 265, 264
Estigmene aCrea 147, 156, 211
EuacomyceteS 340
Eucosma gnSeana 76, 153, 154 211
525, 526
Eugregarina 403, 406, 409, 415
Eulecanium coryli 352, 353
Eumermis 611
Eumycophyta 337
Euphydrias fhalcedona 212
Euplexia lucifiara 152
Euproctis 370
— chrysorrhoea 86, 211, 471, 512,
515, 518
— phaeorrhoea 211
Eurotium 341
Eurygaster integriccps 374
Euspora fallax 408
Eutriacoma maculata 428
Eusimulium 615
Euxoa ochrogaster 152, 248
— segetum 23, 83, 143, 259
— tesellata 380
Eventria buoliana 211, 259
Fannia 397
Farinocystis sp. 416—418, 428, 436
— tribolii 423, 428, 429, 432, 436,
468
Ficus sp. 397
Filiariata 564
Flagellata 387, 392
Flavobacterium sp. 255, 264, 586
Forficula auricularia 232, 342, 352
Formica rufa 459, 519
Furia 328, 330
Fusarium solani 278
Galleria melonella 24, 37, 58, 77, 83,
88, 94, 104, 163, 191, 196, 210
Gamocystis tenax 408, 410
Gastromermis 611
Gastropacha quercifolia 211, 350
Gecko verticillatus 441
Gelis sp. 503, 504, 522
— transfuga 502
Geonfetridae 211
Geotrupes stercorarius 408, 554
Geotrupidae 414
Geniophynchus 411
Gerbillus indicus 441
Gerris dissortis 396
— fossarum 396
— remigis 396
Getonia sp. 414
Gigaductus gigas 408
— kingi 408
— podurae 408, 410
Gilpinia hercyniae 11, 112, 114 115
119—121
Glossina sp. 395, 441
— morsitans 398
— palpalis 272, 398, 441
Glugea sp. 486, 491
— anomala 498
— fumiferanae 475, 511, 525
— thysanurae 489
— trichopterae 457, 459, 508
Glypta fumiferanae 475, 503, 525
526
Glyptotermes parvulus 400, 401
Gnorimoschema ocellatellum 374
— operculella 25, 59, 459, 503, 512
Gonocephalum arenarium 295, 505
627
Gonocephalum brevipenne 613
Gonopteryx rhamni 163
Gordius aquaticus 610, 617
Grapholita molesta 523, 524
Grebnickiella 404
Gregarinida 402, 403, 407, 448
Gregarina sp. 404, 407, 408
— acuta 410
— acridiorum 407
— blattarum 407, 410
— cuneata 406, 408
— galliveri 407
— macrocephala 407
— melolonthae 408
— polymorpha 406, 408
— steini 408
Gryllophilla skrjabini 565
Gryllus sp. 321
— abbreviatus 407, 408
— assimilis 180
— bimaculatus 179, 180
— capitatus 179, 180
— domesticus 180, 182
Gurleya sp. 486
— aeschnae 492, 493
— foncottei 459, 530
— legeri 459, 487, 489
— secalisae 511
— tetraspora 459
Gyrinus sp. 436
— natator 411
Habrobracon sp. 503, 528
— juglandis 423
Haematopinus stephensi 441
Haematopota italica 396
— pluvialis 398
Haemogregarina triatomae 440, 442
Haemogregarinidae 434, 440
Haemoproteidae 443
Haemoproteus 443, 444
— columbae 443
Haemosporidiida 402, 442, 448
Haffnia 255, 264
Haplosporidiida 448—450
Haplosporidium sp. 291
— bayeri 450
— tipulae 452
— typographi 293, 450
Harrisina sp. 143
— brillians 59, 142, 155
Helicosporidium 30, 339
— parasiticum 339
Heliothia armigera 106, 380, 510, 576
579
— obsoleta 211
Heliothis virescens 529
— zeae 211
Helodes minutus 293
Helops insignis 409
Hemiascomycetes 338
Hemerobius stigma 36, 126
Hemiteles fulvipes 502, 522
— simillimus sulcatus 502
Hepatozoon gerbilli 440, 441
— jaculi 441
— mesnili 441
— pettiti 441
— pity my si 441
Hepialus 348
Hericia hericia 339
Herpetomonas sp. 393
— algeriensis 395
— arctocorixae 396
— calliphorae 395
— caulleryi 395
— gallinae 396
— grayi 395
— lineata 395
— luciliae 395
— mercieri 395
— mesnili 395
— muscaedomesticae 395
— myzomyiae 396
— pediculi 396
— phlebotomi 396
— pulicis 396
— rangeli 396
— roubaudi 395
— triatomae 396
Heterodera 563
Heteronychus sanctaehelenae 222, 230
Heterotylenchus aberrans 606
Hexamastis termitis 401
Hexamermis albicans 611, 614, 615
— ferghanensis 615
Hibernia defoliaria 211, 248, 259
Hieracium aurantiacum 397
Himera pennaria 211
Hippoboscidae 443
Hippodamia convergens 505
Hirmocystidae 407, 408
Hirmocystis gryllotalpae 410
— ventricosa 410
Hirsutella sp. 348, 354—356
— besse 355
— gigantea 354
— lecaniicola 353
— subulata 355
— thompsoni 355
Homalomyia scalaris 544
Homeosoma nebulellum 278 421, 510
Hoplia sp. 414, 415, 597, 602
Hoplopleura acanthopus 441
Hoplorhynchus 411
— oligacanthus 411
Howardula 603
— phyllotretae 605
Hyalospora sp. 408
Hydrachna 425
628
Hydria sp. 510
Hydromermis 611
— churchillensis 616'
Hydroporus palustris 440
Hydrous piceus 411
Hylastes ater 605
Hylemyia antiqua 606
— brassicae 335, 593
— cilicrura 335
Hylobius abietis 604
Hymenostilbe sp. 348
Hyphantria cunea 24, 45, 102, 152,
196, 211, 471, 511, 515, 518
— textor 323
Hypocrella 346
— libera 346
Hyponomeuta malinellus 209, 211,
214, 528, 615
— padellus 211, 214, 615
— plumbella 232
Icerya purchasi 16
Ips typographus 450, 451, 504, 505,
604
Isaria farinosa 350
Isoptera 356
Ithania wenrichi 440
Itoplectes maculata 503
Ixodes ricinus 376
Jaculus jaculus 441
— jordani 441
Joenia annectens 400, 401
Junonia coenia 147, 156, 212, 480, 527
Kalotermes flavicollis 400
Kellymyia kellyi 312, 326
Klebsiella 255, 264
— pneumoniae 249
Kotochalia junodi 76, 91, 109
Laboulbeniaceae 274, 277, 355
Laboulbenia melanaria 356
— rongetti 356
— vulgaris 356
Lactobacillus eurydice 243, 244, 261
Lactuca canadensis 397
— sativa 397
Laemophloeus sp. 424
— ferugineus 424
— minutus 424
Laemostenus algirus 408
Lamis 316, 324
Lankesteria culicis 412, 413
— mackiei 413
Laothoe populi 163
Laphygma exigua 152, 524
— frugiperda 152, 511, 529
Lasiocampa trifolii 107
Lasiocampidae 211
Lasioderma serricorne 593
Lauxania aenea 324
Lecanium coryli 352
LegiTi-lla grassi 440
liydroporina 440
parva 440
Legerellidae 434
Legeria 411
Leidynema sp. 408
— apis 408, 410
— ephestiae 408
— gryllorum 408
— tinei 408
— xylocopae 408
Leishmania sp. 393, 395, 397
— donovani 394, 496
Lepidosaphes sp. 287, 289, 290, 346
— gloveri 289, 346
— newsteadi 287
Lepismatophila 409
Lepinotarsa decemlineata 232
Leptomonas sp. 393, 395, 397
— agilis 396
— bombycis 397
— bodasi 397
— chattoni 396
— collosoma 396
— ctenocephali 396
— davidi 397
— drosophilae 395
— elmassiani 397
— familiaris 396
— (Crithidla) fasciculate 395
— gracilis 395
— jaculum 396
— lygaei 396
— (Herpetomomas) muscarum 395
— papatasi 396
— pattoni 396
— pyrrhocoris 396
— sarcophagae 395
— stomoxiae 395
Leptophlebia vespertine 489, 490
Lcptothorax tuberum 297
Leucania acontistis 593
Leucocytozoon 443
— simondi 443
Leucoma salicis 75, 86, 92, 211, 515,
520
Lichia 320, 322
Limnomermis 611
Limnophila rhombica 530
Linognathus stenopsis 174
Lipocystis polyspora 416, 418, 425
Lipoptena caprina 398
Lipotropha sp. 418, 431
— macrospore 431
— microspora 431
Locusta migratoria migratorioides
252, 494
629
Locustana pardalina 389, 390
Lonchaea vaginalis 328
Lophocephalus insignis 409, 410
Lophomonas blattarum 400, 401
Lucilia sp. 310, 397
— caesar 326
— sericata 326, 395
Lygaeus familiaris 396
Lymantria dispar 25, 71, 75, 98, 130,
196, 511, 512, 515, 518, 554
— monacha 23, 95, 211, 515
Lymantriidae 211, 212
Lynchia brunnea 443
— lividicolor 443
— maura 443
Machadoella sp. 416, 418, 427
— spinigeri 428
— triatomae 427
Macrocentrus ancylivorus 459, 475,
477, 503, 523, 524
Macrodactylus subspinosus 576
Macrosiphum pisi 329
— solanifolii 329
Macrospironympha xilopletha 400
Macrothylacia 95, 97, 350
Macrotrichomonas pulchra 400, 401
Magicicada septemdecim 335
Malacosoma americanum 211, 214
242, 332
— disstria 86; 87, 89, 199, 211, 242
332
— fragile 104
— neustria 23, 86. 103, 136, 196
211, 471, 512, 518
— pluviale 211, 238—240, 332
Malamoeba locustae 388, 389
Malpighamoeba 391
— locustae 390
Malpighiella refringens 388
Mamestra brassicae- 133, 196," 248
Margaronia piloales 513
Massospora sp. 309, 318, 335, 336, 377
— levispora 336
Mattesia sp. 416, 418, 421, 425
— dispora 22, 24, 422—424, 432
— orchopiae 425
— povolnyi 421, 422
Melanchra persicaria 152
Melanoplus sp. 579
— bilituratus 253
— bivittatus 248, 253, 255
— differentialis 252, 389
— femurrubrum 37, 252, 389 613
— mex. atlantis 252
— mex. mexicanus 248, 389
— packardi 248, 253
Melanosella mors-apis 356—358
Melanospora parasitica 376
Melolontha sp. 163, 176, 342
— hippocastani 177, 223, 342, 344,
438, 594
— melolontha 23, 137, 138, 161,
176, 177, 222—227, 230—232, 342,
344, 401, 505, 506, 554, 594, 597,
602
Melophagus ovinus 173, 273, 398, 501
Menospora polyacantha 411
Menzbieria sp. 416, 418, 425
— chalcographi 425, 426
Mergus serrator 444
Mermis sp. 263, 611, 615
— nigrescens 609, 610
— subnigrescens 613, 614
Mermithidae 43, 559, 562, 609
Metamonadina 392, 399
Metarrhizium 279, 280, 356, 361
— album 345
— anisopliae 14, 15, 276, 277, 341,
343, 345
— brunneum 345
— glutinosum 345
Microcerca 346
Micrococcus 264
Microlynchia pusilia 443
Microsporidiida 448—450, 453
Microtus savii 441
— subterraneus 441
Mimias tiliae 163
Mirmeleotettix maculatus 321
Mirotermes 391
— hispaniolae 391
— paranensis 391
Moniliales 379
Monocystis 413, 414
— legeri 414
Monocytosporea 491
Monosporella 339
— unicuspidata 338, 339
Morator 67, 68, 158
— aetatulae 158, 159
— “gattina” 160
— flacheriae 161
— lamellicorniarum 161
— nudus 160
Morica planata 409
Moxys calcitrans 395
Mrazekia sp. 457, 458, 472, 486, 540
— brevicauda 531, 540
Mrazekidae 456, 458, 486
Mucorales 303
Mucor mucedo 303
— hiemalis 303
Musca sp. 397
— domestica 310, 312, 326, 395, 532
544
Muscina assimilis 532, 544
Mycetophilidae 611
Myqetobia pallipes 339
630
Mycetophila sp. 163
Mycetosporidium 284
Mycetosporidium jacksonae 293,
294
— talpa 293
Mycoderma cerevisiae 340
Myelophilus 566
Myiophagus 24, 30, 283, 284, 287,
290
Myiophagus ucrainicus 287, 288, 290
Myriangium curtissi 345
— duriai 345
Myrmicinosporidium durum 297
Myxosporidiida 448, 449
Myxovirus 66
Nauphoeta cineraea 593
Nectria coccinea 346
— diploa 346
Neisseria 264
Nematoda 557, 559
Nematomorpha 557, 559, 617
Nematosporoideae 338
Nemoura cineraea 489, 492
Neoaplectana sp. 59, 245, 246, 564,
567, 568, 577, 595, 597, 599, 603
— affinis 579
— bibionis 568, 577, 578
— bothynoderi 593
— carpocapsae 246, 568, 577, 580—
582,' 585—593, 597, 598, 601,
602
— chresima 568, 579, 580
— DD-136, 589, 592, 598
— feltiae 568, 577, 578
— glaseri 18, 567—569, 576, 577,
579—581, 587—589, 593, 596, 601
— janickii 568, 577, 590—592
— leucaniae 593
— melolonthae 594, 595, 598
— menozii 568, 577, 578
Neoaplectanidae 567
Neodiprion sp. 593
Neodiprion lecontei 124, 193
— pratti banksianae 122, 193
— sertifer 11, 47, 71, 111, 112,
115—121, 248, 377, 590, 602
— swainei 76, 122
Neosporidia 387, 448—450, 453
Neotermes simplicornis 400
Nepa cinerea 259, 396, 430, 434, 496
Nephelodes emmedonia 73, 152
Nephridiophaga apis 296, 453
Neuroptera 356
Noctuidae 351
Nonagria canae 510
Nosema sp. 455, 485, 498, 505, 533
— adiei 496, 497
— aedis 530
— aeschnae 492, 493
— apis 457, 461, 476, 479, 498, 500,
501, 520
— aporiae 502, 521
— aporivora 510, 521
— astyrae 510
— baetis 29, 39, 466, 467, 487—490
— balbiani 514
— bibionis 530, 532
— binucleatum 463, 529, 530
— bombi 501
— bombycis 25, 460, 476, 480, 498,
509, 510, 513, 514, 528
— brassicae 510, 521
— cacoeciae 511, 525
— cactoblastis 510, 524
— cactorum 510, 524
— canae 510
— carpocapsae 471, 511, 526
— cerasivoranae 511, 526
— chresini 531, 540
— chironomi 530
— coliadis 511, 523
— cossi 510
— crataeganae 511
— curvidentis 505
— ctenocephali 545
— destructor 25, 459, 475, 477, 502,
510, 523, 524
— ephemerae 487, 489
— erippi 510
— gibbsi 505,
— heliothidis 510, 529
— hydriae 510
— hyppod ami ae 505
— infesta 480, 510, 522
— junonis 511
— laphygmae 511, 529
— leptophlebiae 487—490
— locustae 494
— longifilum 504, 505
— lotmaris 476, 511, 527
— lymantriae 459, 467, 476, 483,
509, 511, 515, 516, 520
— melolonthae 505, 506
— mesnili 36, 459, 464, 471, 474,
478, 501, 502, 510, 521—523
— micrococcus 531, 539
— murinanae 503, 511, 525
— muscularis 25, 467, 470, 476, 483,
511, 515, 516
— nebulellum 510
— nepae 496, 497
— nonagriae 510
— otiorrhynchi 468, 469, 471, 478,
504—506
— pieris 476
— (Cocconema) pediculi 495
— perezioides 510, 529
— phyllotretae 503, 505
— phryganidiae 511
631
— pulicis 544, 545
— pyraustae 471, 511, 526, 527
Nosema schneideri 487, 489
— serbica 483, 511, 514, 515
— sessiae 510
— sphaeromiadis 531, 541
— stegomyiae 445, 462, 468, 478,
479, 530, 533, 534
— steinhausi 471
— stricklandi 531, 541, 542
— tatrica 488—490
— termitis 494
— tortricis 511, 528
— typographi 504, 505
— vanillae 510
— veliae 496
— whitei 436, 458, 468, 476, 505,
507
— zavreli 531
— zwoelferi 461, 511, 519, 520
Nosematidae 456, 485
Nosopsyllus fasciatus 174, 394, 396,
440
Notodonta sp. 352
Notodontidae 211
Notonecta sp. 300
— viridis 496
Nyniphalidae 99, 105, 212
Nymphalis antiopa 212
— io 554
Ochrosidia villose 576
Octosporea 454, 486, 542
— corethrae 530, 533
— ephestiae 512, 528
— chironomi’ 459, 531, 540
— monospora 532, 544
— muscaedomesticae 532, 542, 544
— simulii 532
— viridanae 512, 528
Odagmia caucasica 274
Odontria sp. 217
— autumnalis 593
— communis 593
— nitidula 593
— striata 593
— zealandica 223, 576
Oedaleus decorus 321
— nigrofasciatus 252
— senegalensis 321
Oedipoda coerulescens 554
Okanagana rimosa 336
Oligochaeta 413
Olocrates abbreviatus 436
Olpidiopsis ucrainica 287
Omophlus brevicollis 420, 505
Omophron sp. 411
Oncopeltus fasciatus 37, 397
Oocephalus 409
— hispanus 409
Operoptera brumata 44, 138, 211, 214,
259, 312, 323, 330, 511. 528
Ophryocyctidae 417
Ophryocystis sp. 416—419, 428
— buetschli 420
— duboscqi 420
— francisci 420
— hagenmuelleri 420
— hessei 420
— mesnili 420
— perezi 420
— schneideri 420
Opistographis luteolata 95
Oporina autumnata 110
Orchesella villosa 408
Orchopeas wickhami 425
Orgyia antiqua 95
Ornithomyia 443
Orthocladius sp. 531
Orthopodomyia 337
Orthopt era 356, 611
Oryctes nasicornis 222, 231, 408
—- rhinoceros 231, 342, 344
Oscinella frit 608
Otiorrhynchus sp. 504
— ligustici 342, 420, 468, 469, 471,
504—506
— meridionalis 420
Oxycanus cervinata 576
Oxymonadida 400
Oxymonas dimorpha 400
Oxysomatium (Oxyuroidea) 567
Oxyurata 564, 565
Paillotella sp. 31, 67, 68, 134, 137
— pieris 135
Paillotelloideae 67, 134
Panagrolaimus 566
Panaxia dominula 75, 163
Pandemis corylana 518
Pandora 328, 329
— ferruginea 313
Panolis flammea 322, 350
Panonychus citri 77
Panorpa communis 425
Pantomorus leucosoma 576
— peregrinus 576
Papilio philenor 212
— podalirius 95
Papilionidae 212
Parachordodes gemmatus 617
Paramecium bursaria 554, 555
— caudatum 554, 555
Paramermis 611
Parar'cyptera microptera 321
Parasitorhabditis minoris 566
— piniperda 566
Parasitylenchus dispar 605
Parathrene tabaniformis 510
Pardileus calceatus 579
632
Pariogolaimella 596
Parlatoria pergandi 289
Pectinipkora gossypiella 425
Pediculus humanus corporis 173, 174,
271, 396, 495
Pentatoma rufipes 554
Perezia sp. 527
— legeri 521
— mesnili 521
Pericystis alvei 340
— apis 340, 357
Peridroma rnargaritosa 143, 147, 151,
156, 211
Periplaneta americana 231, 412, 593
Perisierola emigrate 524
Persectana ewingi 152
Phalaenidae 211, 212
Phalera bucephala 75, 350, 518
Phasmida 564
Phassus 348
Phialoides 411
— ornata 411
Philosamia ricini 163
Phlebotomus argentipes 394, 413
— minutus 396
— papatasii 413
— perniciosus 273
Phormia regina 395
Phryganidia californica 511, 524
Phycomycetes 262, 283
Phylloperta horticola 177, 178, 345
Phyllophaga sp. 576
Phyllophaga anxia 179
— bipartita 222
— epilida 179, 222
— fusca 222
— hirticula 223
— rugosa 222
Phyllotreta atra 504, 505
— nemorum 503—505
— undulata 504, 605
Phytomonas sp. 397
Phytonomus nigrirostris 328
— punctatus 327
— variabilis 334
Pieris brassicae 95, 101, 196, 212 471
501, 510, 511 ’ ’
— napi 212
— rapae 156, 212, 524
Pileocephalus 411
Pimelia sp. 409
Pissodes pini 554
Pityocteines curvidens 505
Pityogenes chalcographus 425
Pl agioderma versicolor 352
Plasmodiidae 443, 444
Plasmodium falciparum 444
— malariae 444
— minutum 444
— relictum 444
— rhadinuruni 444
— vivax 444
Plasmodroma 386, 387
Platyptilia carduidactyla 211, 214
Platysamia cecropiae 513
Plectrocnemia geniculata 508
Plistophora sp. 455, 485, 507, 533
— aporiae 517, 518, 520, 521
— balbiani 51, 517, 518
— blattae 493
— bohemica 489, 490
— californica 502, 512, 524
— centroptilii 489, 490
— collesi 530, 536
— culicis 530, 535
— debaisieuxi 531, 541
— ditysci 505
— enterobia 530, 532
— hyphessobryconis 458
— chaubori 530, 533
— chironomi 531, 540
— jiroveci 531, 539
— kudoi 493, 494
— neustriae 512, 519, 520
— pandemis 517, 518
— periplanetae 493
— plecopteriae 489, 492
— polyvora 502, 521
— schubergi 459, 461, 462, 476, 479,
480, 512, 514—518, 520, 529
— scolyti 505, 506
— simulii 25, 531, 541
— thienemanni 531
— vayssierei 489
Plodia interpunctella 23, 198, 199,
209, 260, 422, 438
Plusia californica 152
— gamma 23, 110, 198, 210, 259,
330, 342
Plutella maculipennis 209
Podonectria coccicola 346
Podura aquatica 487, 489
Poliovirus 66
Pollenia rudis 310, 316
Polycarium sp. 51, 283, 284, 291
Polycentropus flavomaculatus 508
Polycytosporea 491
Polyedra 80
— bombycis 94
— diptionis 116
Polyhedrovirus 80
Polyplax spinulesa 174, 396
Popillia 176
— japonica 18, 24, 178, 179, 186,
217, 222—224, 226, 227, 230, 231
Populus tremudoides 86
Polymastix melolonthae 401
Poxvirus 66
Prismatophora sp. 411
Prismatospora evansi 410
633
Pristionchus 596, 597
— acrivora 597
— 1’heritieri 589, 597, 598, 600
— labiata 597
Pristionchus maupasi 597
— rarus 597
Pristiphora erichsonii 193, 202
Prodenia litura 106
Prodiamesa olivacea 531, 540
Prophantis smaragdina 214
Prosodonthis aphodii 596
Prospaltella perniciosi 259
Prosthogonimus pellucidus 558
Proteus 175, 255, 264, 287
— morgani 246, 586, 591
ProtomagelhSesia 408
Protomadina 392
Protoparce quinquemaculata 212
— sexta 212, 215
Psallidium maxillosum 380
Psammomeris korsakovi 612
Pserophora ciliata 303
Pseudaletia 133
— unipuncta 73, 74, 87, 105, 109,
133, 151, 593
Pseudococcus citri 289, 325, 340
— longispinus 289
Pseudomermis 611
Pseudomonas sp. 190, 245, 246, 249,
250, 255, 254, 264, 587
— aeruginosa 24, 37, 39, 188, 189,
191, 246—249, 255, 253, 586, 591
— apiseptica 248, 249
— chlororaphis 249
— fluorescens 250, 586
— geniculata 586
— ovalis 586
— reptilivora 249
— septica 250
Pseudomonocystis 413—415
Pseudomorator 67, 68, 158, 161, 164
Psorophora ciliata 303
Psylla mali 327
Pterolocera amplicornis 110
Pteromalus puparum 502
Pterostichus niger 414
Ptychoptera contaminata 530
Pycnosoma putorium 395
Pyemotes 259
— herfsi 253
Pyralidae 211
Pyrameis atalanta 105
— cardui 73, 75, 105, 107, 127
Pyrausta sp. 24, 370
— nubilalis 194, 211, 471, 511 527
576
Pyronota festiva 593
— inconstans 593
Pyrotheca 486
Pyrrhocoris apterus 396, 554
Pyrsonympha flagellata 401
— vertens 400
Pyxinia tenuis 410
Pyxina 406, 411
Quadraspidiotus perniciosus 259
Quercus rubra 86
Querquedula crecca 444
— discors 444
Raphidia ophiopsis 309, 327
Reduviidae 398, 427
Reticulitermes flavipes 400, 494
— lucifugus 273, 401, 602
Retortamonas gryllotalpae 400, 401
Rhabditata 564
Rhabditidae 565, 566
Rhabditis 563
Rhinocoris annulatus 117
— iracundus 396
Rhitrogena hybrida 489
— semicolorata 292, 409, 491
Rhizoecus 360
— hondonis 360
Rhizopoda 387
Rhizotrogus aestivus 408
Rhodnius prolixus 394, 396
Rhynchoidomonas drosophilae 397
Rickettsia ctenocephali 173
— culicis 173
— lectularia 173
— linignathi 174
— melophagi 173
— prowazeki 174, 175
— quintana 174, 175
— rochalimae 173
— trichodectae 174
— hyphi 174
Rickettsiales 173
Rickettsiella 173, 175
— chironomi 176, 181, 183
— grylli 180
— melolonthae 23, 176—178
— popiliae 179
— tipulae 180, 181
Rickia berlesiana 356
Rodolia cardinalis 3, 16
Rubetella culicis 337
Sabulodes caberata 147, 211
Saccharomycetacea 338
Saccharomycetales 339
Salmonella 264
Sarnia enteritidis 191
— ricini 75
Saperda carcharias 248, 253, 597, 602
Sarcina 264
Sarcophaga sp. 310
— aldrichi 305
— saracenica 395
Sarcosporidiida 448
634
Saturnia pyri 75, 95
Scarabaeidae 407, 558
Scatonema wuelkeri 606
Scatophaga (Scopeoma) stercoraria 327
Scatopse fuscipes 606
Scaurus tristis 420
Schistocerca gregaria 495
— palens 252
— paranensis 252
— peregrina 252
— shoshona 252
Schizocystidae 418
Schizocystis sp. 417, 418, 432
— gregarinoides 432
— legeri 432
Schizogregarina 411, 415
Schneideria 411
— mucronata 411
Sciara sp. 411
Scoleconectria coccicola 346
Scolytus destructor 597
— multistriatus 253, 597
л— scolytus 253, 505, 506
Septobasidium 275
Serica brunnea 178
Sericesthis pruinosa 164, 222, 230,
231, 436, 437
Serumsporidium melusinae 284
Serratia marcescens 188, 254, 255,
260, 264, 587
Sewasia aculeata 312, 326
Silpha atrata 554
Silphidae 558
Simulium sp. 532
— columbaczense 542
— costatum 541
— damnosum 564
— equinum 615, 616
— latipes 284, 328, 532, 542, 615
— morsitans 284
— naelleri 273
— ochraceum 531
— ornatum 165, 531, 541
— reptans 273, 396, 531, 615
— reptans golubaciense 396
— venustum 444, 531
Simulius 284, 471
Sitona sp. 294
Sminthurus sp. 487
Smithia 67, 68, 80, 107, 125, 126
— pityocampae 129
— pudibundae 131
— rotunda 128
Solenopsis fugax 297
Sorosporella 24, 356, 361, 377
— agrotidis 377
— uvella 36, 377—379
Sphaerocystis simplex 408
Sphaerolecanium prunastri 352
Sphaeromias 531, 541
Sphaerorhynchus 409
— ophioides 409
Sphaerostilbe 275
— auranticola 346
Sphaerularia 564, 603
— bombi 603, 606, 607
Sphingidae 212, 351
Spiniger sp. 428
Sphinx euphorbiae 350
— ligustri 75, 83, 95, 163, 212, 351
— pinastri 95, 351
— populi 75
Spicaria 279, '356, 358, 359, 361
Spicaria aphodii 361
— farinosa 279, 358—360, 376
— farinosa var. verticilloides 360
— fumosorosea 360, 376
Spillopsyllus cuniculi 398
Spiroglugea 486
— octosporea 459
— porterae 532, 544
Spirochaetales 271
Spirochaeta pieridis 273
Spirotrichonymphina 400
Spirostomum teres 554, 555
Spirurata 564
Sporotrichum sp. 275, 348, 376
— cejpi 376
— martineki
Sporozoa 387, 402, 448
Sporozoon 536
Staphylococcus 190, 264
— lactis 586
Stauronotus marocanus 252
Stegomyia albopicta 441
Steinernema 567
— kraussei 569
Steinernematidae 559, 565, 567
Steinhausia 143
Steinina 411
Stempellia sp. 455, 456, 485
— amasiae 530, 532
— calopterygis 492, 493
— legeri 512
— magna 423, 530, 536
— mutabilis 489
— polyspora 531, 539
Stenobothrus cultipennis 252
— lineatus 321, 554
— nigromasculatus 321
Stenocarus fuliginosus 380
Stephanophora lucani 411
Stethorus punctum 173
Stictylus 604
Stictospora provincialis 411
Stilbella 348
Stomoxys calcitrans 310, 395
Streptococcus 255, 264
— apis 243
635
Streptococcus bombycis 160
— faecalis 244
— pluton 188, 243—245, 261
Strigoderma arboricola 222
— pygmea 222
Strigomonax 397
Strongwellsea 309, 318, 335
— castrans 335
Sturmia harrisinae 157
Stylocephalidae 407, 409
Stylocephalus 404, 409
— aestoni 409
— giganteus 409
— gigas 409
— longicollis 409, 410
Stylocephalus mucronata 409
— reticulatus 409
Stylocystis 411
— praecox 411
Symbiotes 173
Syncystis sp. 417, 418, 431
— mirabilis 431
Syrphus sp. 310
Systenus sp. 411, 431, 432
Tabanidae 398
Tabanus aeniola 398
— evansi 398
— glaucopis 396
— nemoralis 398
— theileri 398
— tergestinus 396
Taeniocystis 404, 411
— mira 410, 411
Taeniorhynchus richardi 395
Tanypus sp. 411, 531
— setiger 531
— varius 531, 539
Tanytarsus sp. 531, 540
Taraxacum kok-saghyz 397
— officinale 397
Tarichium 46, 51, 316, 319, 330, 334
— cimbicis 334
— cleoni 310, 334
— gamma 198, 210, 263, 311, 331,
333
— megaspermum 22—24, 281, 310,
330—333
— phytonomi 334
— pustulatum 331, 333
— richteri 334
— uvella 377
Taumetopoea pityocampa 350
Telea polyphemus 75
Telephorus 578
Telomyxa 486, 492
— glugeiformis 458, 459, 489, 491
— muscarum 532, 544
Telosporidia 448
Temnorhinus mendicus 578
Tenebrio molitor 163, 175, 352, 406,
420, 436, 554, 579
Tenebrionidae 407, 409, 558
Termes sp. 593
Tetradonema 611
Tetradospora 411
— scariae 410, 411
Tetrahymena 555
— chironomi 553
— parasitica 554, 555
— pyriformis 554—555
— stegomyiae 553
— vorax 554, 555
Tetranychus urticae 376
Tetrastichus rapo 502, 522
Tettigonia viridissima 554
Tettigonospora 408
Thagium sp. 579
Thaumetopoea pityocampa 23, 92, 103,
129, 211
— processionea 103, 130, 211, 214
Thaumetopoeidae 211
Thelohania sp. 25, 454, 486, 541
— asterias 459, 472, 531, 540
— baetica 489
— benigna 538
— bolinassae 538
— brarcteata 531, 541
— brendli '531
— californica 537
— campbelli 538
— cepedei 505
— cheimatobiae 511, 528
— chironomi 531
— columbaczense 531, 542
— corethrae 530, 532
— disparis 512
— eriogastri 512, 519, 520
— fibraia 472, 531
— gigantea 538
— grassi 530, 536
— hessei 531, 539
— hyphantriae 22, 458, 459, 468,
471, 473, 474, 476, 483, 509, 511,
519
— indica 538
— inimica 538
— janus 530
— lairdi 508
— legeri 46, 471, 530, 536, 537
— mesnili 511, 522
— minuta 530
— mutabilis 489
— noxia 538
— obesa 530, 538
— obscura 538
— opacita 46, 459, 471, 472, 530,
537, 539
— periculosa 538
— pinguis 531, 539
636
— plectrocnemiae 508
— pyriformis 530
— rithrogenae 489
— rotunda 530
— similis 459, 467, 468, 470, 471,
476, 509, 512, 515, 519, 520
— tipulae 530, 532
— thomsoni 532. 544
— unica 538
— vanessae 511
— varians 471, 531, 541
— veliae 496
— weiseri 512, 528
— wurmi 463, 487—490
Theobaldia 337, 395
— annulata 324, 430, 537
— inornata 303
Therioaphis maculata 329
Thysiotorus brevis 502
Tinea pellionella 132
Tineola biselliella 94, 108, 132, 211,
408, 438, 511, 513
Tipula abdominalis 440
— gigantea 530
— lateralis 530, 532
— livida 163
Tipula maxima 431
— oleracea 163, 414, 501
— paludosa 140, 162, 163, 180, 452,
‘ 579
Tipulidae 67
Tipulocystis 418, 431
— maximae 431
Tomaspis saccharina 344
Tortricidae 211
Tortrix loefflingiana 211, 259
— viridana 211, 213, 221, 259, 340,
511, 512, 528
Toxoglugea 486, 496
— calliphorae 532, 544
— chironomi 531, 541
— chloroperlae 459, 489, 492
— fanthami 497
— gerridis 496
— mercieri 496
— missirolii 530, 536
— vibrio 541
Toxoplasma gondi 556
Trachea secalis 511
Trematoda 557
Treponema 271
Triatoma dimidiata 427
— megista 398
— protracta 396
— rubrofasciata 396
— rubrovaria 442
Triboliocystis garnhami 428
Tribolium castaneum 58, 429, 434 435,
505, 507
Tribolium confusum 429, 434, 435, 468
-- madens 429, 434, 435
Trichiocampus irregularis 125
— viminalis 124, 125
Trichocera angulata 391
— hiemalis 391
Trichodectes pilosus 174
Trichoduboscqia sp. 455, 472, 486, 492
— epeori 459, 489, 491
Trichomonas 395
Trichomycetes 336
Trichonympha agilis 401
— campanula 400
Trichoplusia ni 24, 91, 106, 107, 209,
211, 215
Trimitus divergens 401
Triplosporium 318, 325
— fresenii 325
— fumosum 325
— lageniformis 325
Tritirachium 371, 372
— brumpti 362
Tropidacris dux 252
Trox perlatus 293
Trypanosomida 392—395
Trypanosoma 395, 397, 398
— brucei 398
— calmetti 398
— congolense 398
— cruzi 398
— (Rhynchoidomonas) drosophilae
397
—• evansi 398
Trypanosoma gallinarum 398
— gambiense 398
— lewisi 394, 398
— melophagium 398
— nabiasi 398
— rangeli 394
— rhodesiense 398
— theileri 398
— theodori 398
— vivax 398
Tupinambus teguixin 442
Tylenchata 564, 603
Tylenchinema oscinellae 608
Tylenchoidea 603, 604
Tyrophagus noxius 471, 591
— perniciosus 320
Tyroglyphidae 320
Uranotaenia 337
Vagoia sp. 67, 68, 134, 139
— melolonthae 137
Vanessa antiopa 127
— atalanta 95, 163
— cardui 133
— io 75, 107, 126, 163
— urticae 511
637
Velia currens 496
Verticilliaceae 360
Vespa crabro 351
— gallica 501
Virales 66
Weiseria 285
Wolbachia 173
Wolbachiae 173
Xenopsylla astia 174
— cleopatriae 441
— cheopsis 174, 394
Xerosia 31, 67, 68, 134, 140
— tipulae 140
Xiphidium sp. 252
Xylariales 347
Xylocopa aestuans 408
Xylodrepa quadripunctata 459, 519
Xyloryctes satyrus 576
Xylotermes lineatus 253
Zabrus tenebrioides 328
Zinsera tsutsugamushi 174, 175
Zographia notonectae 300
Zonocercus elegans 252
Zoomastigina 392
Zoophaginae 66
Zoophthora 318, 327, 328
— (Pandora) aphidis 310, 313, 319,
325, 329
— (Zoophthora) americana 310
— (Zoophthora) bluncki 310
— calliphorae 310
— (Erynia) 318
— (Erynia) conica 328
— (Erynia) curvispora 328
— (Zoophthora) dipterigena 310
— (Zoophthora) echinospora 310
— (Pandora) exitialis 310, 313,
316, 329, 335
— (Zoophthora) forficulae 328
— (Zoophthora) geometralis 328
— (Zoophthora) gracilis 305, 310
— (Erynia) jaczewskii 328
— (Erynia) occidentalis 328
— (Erynia) ovispora 328
— (Zoophthora) phytonomi 327
— (Zoophthora) radicans 308, 310,
311, 313, 327
— rhizospora 305
— sepulchralis 305, 310
— (Zoophthora) variabilis 310
— (Furia) 319
— (Furia) virescens 310, 312, 330
— (Zoophthora) vomitoriae 328
Zootermopsis angusticollis 400
Zygaena carniolica 336
Zygaenobia intestinalis 336
СОДЕРЖАНИЕ
Предисловие к русскому ирданию....................................
Предисловие автора к чешскому изданию . . . .
Общая часть.......................................................
I. Наука о болезнях насекомых, определение и история . . .
Возникновение науки о болезнях насекомых ...
Развитие патологии насекомых в последние годы.....................
II. Общие понятия о патологии насекомых ...
Внешние признаки болезней............................. . .
Изменения в тканях тела зараженного организма...................
Иммунитет у насекомых...........................................
Инфекционный процесс и эпизоотология болезней насекомых . .
Причины патогенности микроорганизмов .................
Эпизоотология болезней насекомых................................
Поиски, выявление и обработка больных насекомых и определение возбу
дителей болезней .................................................
Сбор и пересылка материала . ...................................
Обработка собранного инфицированного материала..................
Фиксация и гистологическая обработка материала ...
Лабораторные опыты с искусственным заражением...................
Специальная часть ................................................
III. Вирусные болезни насекомых ..................................
Подсемейство Borrelinoideae (Weiser, 1958) — полиэдренные вирусы
Borrelina (Paillot, 1926) — классический полиэдроз жирового тела
Род Birdia Weiser [310], кишечные ядерные полиэдрозы насекомых
Род Smithia Bergold, кишечные цитоплазменные полиэдрозы .
Подсемейство Paillotelioideae Weiser........................ ....
Подсемейство Bergoldioideae Weiser — гранулезы....................
Подсемейство Moratoraidae Weiser, голые вирусы насекомых . .
IV. Риккетсиозы насекомых........................................
Род Rickettsiella Philip [24].....................................
V. Бактериальные болезни насекомых........................
Облигатные возбудители болезней насекомых ...
Группа Bacillus cereus Frankland et Frankland...............
Группа Bacillus thuringiensis Berliner ... ..............
Группа Bacillus popilliae Dutky .... ..............
Группа Bacillus lentimorbus Dutky . . ..............
Факультативные возбудители болезней.....................; . .
Группа Enterobacter cloacae Jordan..............................
Бактерии, вызывающие септицемию у насекомых.......................
VI. Спирохеты — Spirochetales Buchanan
VII. Грибные болезни насекомых...................................
Фикомицеты — Phycomycetes.........................................
Хитридиевые грибы — Chytridiales ... ..............
Blastocladiales.................................................
Mucorales.......................................................
Entomophtorales.................................................
Обзор некоторых важных видов и вызываемых ими болезней насекомых
Класс Trichomycetes...................................................
3
7
9
10
12
22
26
33
37
38
41
48
50
51
52
56
63
64
79
80
111
125
134
142
157
172
175
184
192
192
193
217
229
245
250
255
271
274
283
283
297
303
303
319
336
639
Eumycophyta — настоящие грибы........................... . . 337
Класс Ascomycetes — сумчатые грибы...................................337
Hemiascomycetes — дрожжевые грибы ... . .. 338
Euascomycetes — настоящие сумчатые грибы ... . . . 340-
Laboulbeniales Thaxter............................ ... 355
Deuteromycetes................................................... . 356
VIII. Болезни, вызываемые простейшими............................... . 386
Rhizopoda v. Sibold -— корненожки ..... . 387
Flagellata Cohn — жгутиковые......................................... 392
Trypanosomida Grassfe — трипаносомовые ... . 393
Metamonadina Grass6................................. . 399
Sporozoa Leuckart — споровики........................................ 402
Gregarinida Lankester — грегарины............................... ... 403
Schizogregarina-схизогрегарины ... 415
Отряд Coccidiidea Doplein — кокцидин 433
Adelina Hesse . .................................................. . 434
Chagasella Machado......................... . . . , 439
Legerella Mesnil.......................................................440
Haemogregarinidae L6ger........................................... . 440
Hemosporidiidea Danilewskij — гемоспорндин .... ... 442
Neosporidia Schaudinn..................................................448
Haplosporidiida Gaullery et Mesnil . . ... 450
Microsporidiida Balbiani — микроспоридии.............................453
Микроспоридиозы различных групп насекомых............................486
Ciliata Perty — ресничные инфузории ... ... 552
IX. Болезни насекомых, вызываемые нематодами ... . 557
Trematoda — сосальщики.................................................557
Cestoda — лентецы......................................................558
Nematodes — нематоды...................................................559
Rhabditidae Oerley...............................................566
Cephalobidae Chitwood et Chitwood . 566
Steinerematidae Chitwood et Chitwood...................... . . 567
Diplogasteridae Steiner............................................. 596
Mermithidae Braun — мермитиды1................................ . . 609
Nematomorpha — волосатики..............................................617
Указатель латинских названий........................................ . 621
Вейзер Я.
МИКРОБИОЛОГИЧЕСКИЕ МЕТОДЫ БОРЬБЫ С ВРЕДНЫМИ НАСЕКОМЫМИ
(БОЛЕЗНИ НАСЕКОМЫХ). Пер. с чеш. канд. биол. наук М. П. Умиова, иод ред. и с
предисл. проф. М. С. Гилярова. М., «Колос», 1972.
640 с.
Редактор И. М. Спичкин. Художник В. И. Еремин. Художественный редактор
3. П. Зубрилина. Техи. редактор Л. М. Володченкова.
Корректор М. И. Б ы н е е в
Сдано в набор 4/11 1972 г. Подписано к печати 7/VII 1972 г. Формат 60X90’/ie.
Бумага тип. № 3. Усл.-печ. л. 40. Уч.-изд. л. 44,80. Изд. № 78. Заказ № 6074:
Цена 3 р. 32 к.
Ордена Трудового Красного Знамеин издательство '«Колос», Москва, К-31,
ул. Дзержинского, д. 1/19.
Типография им. Смирнова Смоленского облуправления по печати,
г. Смоленск, пр. нм. Ю. Гагарина, 2.