Автор: Матей В.
Теги: материальные основы жизни биохимия молекулярная биология биофизика общая биология зоология рыбы росийская академия наук руководство по зоологии жабры
ISBN: 5-02-026046-0
Год: 1996
Текст
В.Е. Матей
ЖАБРЫ
ПРЕСНОВОДНЫХ
костистых
РОССИЙСКАЯ АКАДЕМИЯ НАУК
ИНСТИТУТ БИОЛОГИИ ВНУТРЕННИХ ВОД ИМ. И. Д. ПАПАНИНА
ACADEMY OF SCIENCES OF RUSSIA
THE I. D. PAP ANIN INSTITUTE OF BIOLOGY OF INLAND WATERS
V E. Matey
GILLS OF
FRESHWATER
TELEOST FISHES
MORPHOFUNCTIONAL ORGANIZATION,
ADAPTATION, EVOLUTION
e
St. PETERSBURG
«NAUKA» PUBLISHING
1 996
В. Е. Матей
ЖАБРЫ
ПРЕСНОВОДНЫХ
КОСТИСТЫХ РЫБ
МОРФОФУНКЦИОНАЛЬНАЯ ОРГАНИЗАЦИЯ,
АДАПТАЦИЯ, ЭВОЛЮЦИЯ
САНКТ-ПЕТЕРБУРГ
«НАУКА»
1 996
ББК 28.0
М 34
УДК 577.41 /.46
Матей В. Е. Жабры пресноводных костистых рыб: Морфофункциональная ор-
ганизация, адаптация, эволюция. — СПб.: Наука, 1996. — 204 с.
Книга представляет собой первое монографическое исследование структуры и
функций жабр пресноводных костистых рыб. Рассмотрены современные концепции
физиологии дыхания и водно-солевого обмена в жабрах Teleostei. Приводятся данные
об общей структуре органа и его основных систем: кровеносной, нервной, мышечной.
Детально изучены морфофункциональная организация жаберного эпителия, пред-
ставляющего морфологический базис для транспорта газов и ионов, ультраструктура
и функциональная роль всех типов эпителиальных клеток и межклеточных контактов.
Показана корреляция между макро- и микроструктурой жабр и экологическими ха-
рактеристиками пресноводных рыб. Исследованы адаптивные реакции жабр на дей-
ствие широкого спектра стрессирующих факторов среды (высокой солености, низкой
минерализации, закисления, солей металлов, ксенобиотиков) на всех уровнях орга-
низации — от субклеточного до органного. Представлены результаты исследований
общей структуры и ультратонкого строения жабр рыб из естественных загрязненных
водоемов севера России. Рассмотрены пути эволюции функций жабр костистых рыб
в филогенезе низших позвоночных. Библиогр. 583 назв. Ил. 111. Табл. 9.
Matey V. Е. Gills of freshwater teleost fishes: Morphofunctional organization,
adaptation, evolution. — St. Petersburg: Nauka, 1996. — 204 p.
This book presents the first monographic investigation of the structure and functions of
the gills in freshwater fishes. The modem conceptions of physiology of respiration and ionic
exchange in the gills of Teleostei have been reviewed. Both general anatomy of gills and
structure of vascular, nervous and mascular systems in this organ have been considered. The
morphofunctional organization of fish gill epithelia performing the morphological basis for
gas and ion transport, the ultrastructure and functional role for all types of epithelial cells
and intercellular junctions have been investigated in detail. The correlation between macro-
and microstructure of the gills in freshwater fishes and their ecology has been demonstrated
The adaptive responces on the different levels of gills organization to the wide range of
environmental stressors (high salinity, low mineralization, acidification, metals and
xenobiotics) have been studied. The book includes the results of the morphofunctional
investigations of the gills in freshwater fishes from natural contaminated water-bodies of
North Russia. The ways of the evolution of the gills in fishes in the phylogeny in lower
vertebrates have been examined.
Рецензенты: В. В. Кузьмина, А. Д Харазова
Книга издана при финансовой поддержке Российского фонда фундаментальных
исследований, проект №-95-04-28538.
1907000000-532
М 042(02)-96 БМ (,бъявления
ISBN 5-02-026046-0
© В. Е. Матей, 1996
© Оформление — Е. В. Кудина,
1996
ВВЕДЕНИЕ
Эволюция рыб тесно связана с прогрессивным развитием основ-
ных физиологических систем организма, в том числе дыхания, вод-
но-солевого обмена и кислотно-щелочного равновесия. Высокая сте-
пень специализации и адаптационная пластичность этих механиз-
мов, достигнутые в ходе филогенеза водных животных, позволили
рыбам приобрести определенную независимость от среды обитания и
заселить как морские, так и пресные воды.
Жабры рыб выполняют функции, которые у высших позвоночных
разделены между легкими и почками. Они не только представляют
собой основной орган дыхания, но и служат ведущим эффекторным
компонентом физиологической системы водно-солевого обмена. Изу-
чение этого аспекта деятельности жабр костистых рыб, начало кото-
рому было положено в 30-х годах (Smith, 1929, 1930; Keys, 1931;
Keys, Willmer, 1932), продолжается и в настоящее время. Новые ме-
тодические и методологические подходы позволяют уточнить и рас-
ширить представление о структуре и функции этого органа.
Установлено, что механизмы обмена дыхательных газов у кости-
стых морских и пресноводных рыб одинаковы, но процессы осмоти-
ческой регуляции у первых обеспечиваются гипоосмотическим, а
у вторых — гиперосмотическим способом (Smith, 1953; Гинецин-
ский, 1964; Наточин, 1976, 1982; Кляшторин, 1982; Randall, Dax-
boeck, 1984, и др.). Структура жабр морских и эвригалинных рыб
изучается давно, интенсивно и весьма успешно, особенно в последние
десятилетия, когда в практике исследований стали широко исполь-
зоваться современные физиологические, цитологические, иммуноло-
гические и другие методы (см. обзоры: Berridge, Oschman, 1972; Кра-
юшкина, 1974; Hughes, 1984; Laurent, 1984; Laurent, Perry, 1991). К
сожалению, работы, выполненные на жабрах пресноводных рыб, до
сих пор неполны и фрагментарны, а их результаты зачастую проти-
воречивы. Автор этой книги убежден, что построение общей модели
функционирования жабр пресноводных рыб в норме и при различных
изменениях состава внешней среды невозможно без детального изу-
чения их структуры на всех уровнях организации: от органного до
субклеточного. Этой задаче подчинено содержание монографии, ко-
торая представляет собой первое фундаментальное исследование
макро- и микроструктуры жабр пресноводных Teleostei.
5
В основу книги положены результаты сравнительно-морфологи-
ческих и экспериментальных исследований организации жабр 22 ви-
дов пресноводных рыб, представляющих 10 семейств. В работе соче-
тались методы электронной (трансмиссионной и сканирующей) мик-
роскопии, цитохимии, авторадиографии с классическими гистологи-
ческими, гистохимическими и морфометрическими методиками.
В книге рассмотрены современные концепции обмена ионов и га-
зов в жабрах пресноводных рыб, свидетельствующие о тесной взаи-
мосвязи этих процессов. В ней даны общие представления о строении
кровеносной, нервной и мышечной систем органа и основах гумо-
ральной регуляции его деятельности. С помощью сравнительно-
морфологического анализа жабр большой группы пресноводных
Teleostei, принадлежащих к различным таксономическим и экологи-
ческим группам, сделана попытка выявить корреляцию между мак-
роструктурой органа и экологическими характеристиками рыб. При-
стальное внимание было обращено на изучение жаберного эпителия,
представляющего собой морфофункциональную основу для процес-
сов дыхания, водно-солевого обмена и кислотно-щелочного равнове-
сия. Он рассматривается как мультикомпонентная система, главны-
ми звеньями которой являются специализированные респираторные
клетки и хлоридные клетки, осуществляющие направленный перенос
ионов против градиента концентрации между внутренней и внешней
средой. Изучение ультраструктуры этих двух типов клеток, позво-
ляющее уточнить их функции, было проведено особенно подробно.
Одновременно было показано участие в процессах обмена газов и
ионов и других типов эпителиальных клеток: слизистых, палочко-
вых, нейроэпителиальных и недифференцированных. Детально рас-
смотрена ультраструктура системообразующих элементов эпители-
альной ткани жабр — межклеточных контактов, играющих ведущую
роль в ее структурно-функциональной организации.
Значительная часть книги посвящена изучению адаптивных ре-
акций жабр пресноводных рыб различных экологических групп на
действие абиотических факторов среды (высокая и низкая минера-
лизация) и антропогенных загрязнителей поверхностных пресных
вод: кислот, солей металлов, органических ксенобиотиков. Интерес
к этим проблемам вызван интенсификацией промышленной и сель-
скохозяйственной деятельности человека, следствием которой явля-
ется прогрессирующее ухудшение качества воды, приводящее к на-
рушению функций дыхания и обмена ионов у пресноводных рыб. На-
ряду с обширным экспериментальным материалом представлены и
результаты исследований жаберного аппарата пресноводных рыб из
естественных загрязненных водоемов. Изучение общей структуры
жабр, ультраструктуры основных типов клеток жаберного эпителия
и межклеточных контактов осуществлялось с использованием срав-
нительно-морфологического и экологического подходов. Была сдела-
на попытка выявить наиболее чувствительные к изменению ионного
состава среды компоненты эпителиальной ткани, показать за счет
каких механизмов на разных уровнях организации жабр и всего
организма в целом идет приспособление к изменению условий внеш-
6
ней среды. Я надеюсь, что результаты этих многолетних и разнопла-
новых исследований помогут читателю понять тонкие механизмы
поддержания гомеостаза у пресноводных рыб при действии на них
стрессирующих факторов различной природы.
На основе концепции об эволюции функций почек (Smith, 1953;
Гинецинский, 1964; Наточин, 1982, 1984) сделана попытка опреде-
лить основные направления эволюции функций жабр в филогенезе
низших позвоночных. Анализ эволюции функций самого органа, его
структурно-функциональных единиц и всей функциональной систе-
мы водно-солевого обмена в целом был проведен на основе подходов,
принятых в эволюционной и экологической морфологии и физиоло-
гии животных. Было важно показать, что главным итогом эволюции
функций жабр Teleostei является расширение их адаптивных воз-
можностей, что служит необходимым условием прогресса этой груп-
пы животных.
Пользуюсь случаем выразить глубокую благодарность тем, кто
способствовал появлению этой книги. В течение многих лет я посто-
янно консультировалась по многим вопросам физиологии и эволюции
системы водно-солевого обмена с академиком Ю. В. Наточиным, чья
неизменная доброжелательность и интерес к работе поддерживали
меня в самые трудные моменты. Многолетние профессиональные и
дружеские контакты связывают меня с А. Д. Харазовой, чья помощь,
доброжелательная критика и участие в совместных работах мне
особенно дороги. Очень важными и полезными были консультации
по многим вопросам цитологии и ценные советы при чтении ру-
кописи, сделанные Я. Ю. Комиссарчиком. Я признательна своим
коллегам и соавторам — сотрудникам Института биологии внут-
ренних вод: Л. В. Балабановой, Г. А. Виноградову, С. Б. Жабревой,
В. Т. Комову, Н. А. Мальгиной, Д. Ф. Павлову, В. Б. Тагунову,
Г. М. Чуйко и коллегам из различных университетов США: профес-
сору Т. А. Хайнсу, профессору Р. В. Турстону и доктору Ч. X. Джа-
го. Искренне благодарна М. Б. Куперману, В. Б. Куперману и
Е. И. Матей за большую помощь в обработке материала и оформле-
нии работы. Выражаю чрезвычайную признательность лаборанту
Г. И. Смолкиной, чей вклад в завершение работы над монографией
и многолетнюю помощь в работе трудно переоценить. Моя особая
благодарность постоянному помощнику и другу Б. И. Куперману.
Считаю своим приятным долгом выразить глубокую благодар-
ность дирекции Института биологии внутренних вод РАН за содей-
ствие в проведении этой работы. Выход монографии в свет стал воз-
можным только благодаря финансовой поддержке Российского фонда
фундаментальных исследований (грант 95-04-285386), за что автор
приносит ему самую искреннюю благодарность.
Часть 1
МОРФОФУНКЦИОНАЛЬНАЯ ОРГАНИЗАЦИЯ
ЖАБР КОСТИСТЫХ РЫБ
Глава 1
ФИЗИОЛОГИЧЕСКИЕ МЕХАНИЗМЫ ОБМЕНА ИОНОВ
И ДЫХАТЕЛЬНЫХ ГАЗОВ В ЖАБРАХ КОСТИСТЫХ РЫБ
Обширная группа костистых рыб (Teleostei) объединяет более 19
тысяч морских, пресноводных и эвригалинных видов. Костистые ры-
бы обитают в водоемах, значительно различающихся между собой по
ионному составу и общей концентрации осмотически активных ве-
ществ. Они могут жить в воде, осмолярность которой вдвое превы-
шает океаническую, в средах с чрезвычайно низкой степенью мине-
рализации, в закисленных и щелочных водоемах.
Механизмы адаптации Teleostei к смене сред обитания обладают
высокой пластичностью. Постоянство состава их внутренней среды,
которое поддерживается при различных колебаниях физико-химиче-
ских параметров воды, служит основой свободной жизни этих живо-
тных. Впервые такая стабилизация в филогенезе гидробионтов до-
стигается у низших позвоночных — круглоротых и рыб (Гинецин-
ский, 1964). В ее основе лежат два физиологических механизма: ион-
ная и осмотическая регуляция постоянства состава внутренней среды
организма. Предполагается, что первый, более древний, возник на
ранних этапах эволюции и связан с регуляцией объема жидкостей
организма (Гинецинский, 1964; Проссер, 1977; Наточин, 1984). Он
поддерживает в организме водных животных концентрацию ионов,
отличную от той, которая могла бы установиться за счет пассивного
обмена между внутренней и внешней средой. Осмотическая регуля-
ция, обеспечивающая различия в концентрации веществ по обе сто-
роны клеточной мембраны и возникновение градиента диффузии,
сформировалась позже — при первом вселении древних, возникших
в морской воде организмов в пресные воды. Она получила дополни-
тельное развитие при вторичной адаптации мигрантов из пресных
вод к жизни в море (Гинецинский, 1961, 1964; Наточин, 1984).
У костистых рыб процессы ионной и осмотической регуляции вза-
имосвязаны и реализуются многокомпонентной и многоуровневой
системой, включающей жабры, почки, кишечник и мочевой пузырь.
Между этими органами существует функциональная связь, их работа
контролируется нервной и гуморальной системами (Гинецинский,
1964; Баранникова, 1975; Наточин, 1976, 1984; Smith, 1982).
8
Специфика регуляторных механизмов у Teleostei определяется
соотношением концентрации ионов во внешней и внутренней среде.
Пресноводным рыбам, у которых концентрация ионов в жидкостях
организма выше, чем в окружающей среде, присущ гиперосмотиче-
ский тип регуляции, а морским, с более низким, чем в воде, содер-
жанием солей в организме, — гипоосмотический (Krogh, 1939;
Smith Н., 1953; Гинецинский, 1964; Наточин, 1976, 1984; Проссер,
1977; Smith L., 1982). Эвригалинные рыбы, жизненный цикл кото-
рых связан со сменой сред обитания, используют оба вида регуля-
торных механизмов.
У морских костистых рыб, кровь которых гипотонична окружаю-
щей среде, покровы высокопроницаемы для ионов и воды (Evans,
1975; Sardet, 1980; Laurent, 1984). Из-за постоянной потери из ор-
ганизма рыб воды по осмотическому градиенту им грозит дегидрата-
ция. Они преодолевают ее, непрерывно поглощая воду, насыщенную
одно- и двухвалентными катионами, но это влечет опасность «засо-
ления» организма. Для предотвращения этого требуется выработка
рис. 1. Основные пути движения воды и солей у рыб в морской (А) и пресной (Б)
воде (по: Wedemeyer et al., 1976).
9
специальных механизмов поддержания постоянного уровня ионов и
осмотически активных веществ во внутренней среде. У морских Tele-
ostei эту функцию выполняют кишечник, почки, мочевой пузырь и
жабры (рис. 1, А).
Морская вода, заглатываемая рыбой, по мере прохождения по ки-
шечнику, особенно в его задней, «осморегуляторной» трети, теряет
большое количество солей (Smith, 1982). Одновалентные ионы (Na+,
К\ СГ) активно всасываются в кровь, а ббльшая часть двухвалент-
ных (Mg2 + , Са2 + , SO^) включается в состав ректальной жидкости,
осмолярность которой близка к таковой крови рыб (рис. 1, Л). Вы-
ведение двухвалентных ионов из организма рыб происходит в основ-
ном с фекальными массами. В частности, таким путем экскретиру-
ется около 75 % Са2+, содержащегося в морской воде, поглощенной
этими животными.
Наряду с кишечником важную роль в экскреции двухвалентных
ионов у морских рыб играют почки. Они могут быть гломерулярными
или агломерулярными и выделяют небольшое количество жидкости,
изотоничной внешней среде (Гинецинский, 1964; Наточин, 1976; На-
точин, Лаврова, 1984; Гамбарян, 1990). В почках одновременно про-
текают два противоположно направленных процесса: реабсорбция и
секреция ионов. Около 80 % электролитов концентрированной мочи
морских рыб представлено магнием, сульфатами и хлоридами. Сек-
реция Mg2 + , Са2 + , К+ происходит по типу ионного обмена на реаб-
сорбируемый Na+ (Наточин и др., 1969; Наточин, Лаврова, 1984).
Эти физиологические процессы связаны с клетками эпителия про-
ксимальных участков почечных канальцев, ультраструктура кото-
рых типична для ионтранспортирующих элементов эпителиев других
типов (Наточин, 1976; Гамбарян, 1990).
Концентрированная моча костистых морских рыб из почек посту-
пает в мочевой пузырь, который служит не только накопительным,
но и осморегуляторным органом. Здесь, благодаря высокой проница-
емости его эпителия (Hirano et al., 1973; Наточин, Аронова, 1980),
происходит селективное всасывание в кровь Na\ СГ и, возможно,
Са2+ вместе с осмотически эквивалентным объемом воды. Стенки мо-
чевого пузыря непроницаемы для магния и сульфатов, концентрация
которых в моче морских рыб очень высока. Путь выведения из орга-
низма рыб Na + , СГ и Са2+ лежит через жабры.
Первые данные о важной роли жабр в гипоосмотической регуля-
ции у морских костистых рыб были получены в начале 30-х годов
Г Смитом (Smith, 1929, 1930). Впоследствии было показано, что ве-
дущим компонентом системы поддержания водно-солевого обмена и
кислотно-щелочного равновесия является жаберный эпителий рыб
(Гинецинский, 1964; Maetz, 1971; Berridge, Oschman, 1972; Evans,
1975; Наточин, 1984; Heisler, 1984; Laurent, 1984; Evans, Cameron,
1986; Evans ct al., 1989).
Гипотетическая модель работы жаберного эпителия морских рыб,
предложенная Мэтцем более 20 лет назад (Maetz, 1971), в общих
чертах сохранилась до настоящего времени (рис. 2, А). Согласно ей,
жабры представляют своеобразные опреснители, извлекающие Na4
ю
А
Жаберный эпителии
, Б
Жаберный, эпителий.
* к+
Nql_Z*.Z
_ Ng*
н*
nh;
Са
jp"
н
к+
nh3,nh;
nh;
сг
нсо- 2727СГ
со2
Рис. 2. Гипотетическая модель обмена ионов в жабрах рыб в морской (А) и пресной
(Б) воде (А — по: Maetz, 1971; Б — по: Виноградов, Комов, 1985).
Сплошной линией обозначен ионообменный механизм, прерывистой — ионная и моле-
кулярная диффузия.
и Cl- из поступающей в организм воды. В специализированных ион-
транспортирующих хлоридных клетках происходят Na+/Na+-o6Me-
НЫ, а значительная часть Na4 и деминерализированная в результате
«опреснения» вода выводятся из эпителия жабр через высокопрони-
цаемые контакты между хлоридными и «дополнительными» клетка-
ми (см. гл. 3.1.2). В хлоридных клетках локализуются и «базолате-
11
ральные» механизмы Na4/МЩ-обмена, благодаря которому из ор-
ганизма удаляется 22 % аммония (Heisler, 1984; Evans et al., 1989).
Этот доминирующий продукт аминокислотного катаболизма у рыб
выводится и через высокопроницаемые контакты между хлоридными
клетками путем неионной диффузии в форме NH3(57 %) и ион-
ной — в виде NHJ (21 %) (Evans et al., 1989). Многообразие и фун-
кциональная значимость процессов, происходящих в хлоридных
клетках, сформировали представление о них как об основном звене
экстраренальной системы, поддерживающей гомеостаз у стенога-
линных морских рыб и эвригалинных в период их жизни в соленой
воде.
У пресноводных рыб гиперосмия жидкостей организма обусловле-
на высокими концентрациями в них Na+ и СГ, которые создаются
благодаря чрезвычайно низкой проницаемости эпителия жабр для
ионов (Sardet et al., 1979). Однако из-за значительного градиента
концентрации между внутренней и внешней средой часть солей диф-
фундирует в воду, а около 10 % их теряется с мочой (McDonald,
Wood, 1981) (рис. 1, Б). Главные компоненты этих потерь представ-
лены Na+ и СГ, в меньших количествах из организма выводятся К + ,
Са2+ и бикарбонат. В отличие от морских рыб, которые вынуждены
избавляться от избытка солей, у пресноводных диаметрально проти-
воположная задача — избежать массированной потери ионов из ор-
ганизма.
Дополнительная проблема, вызванная пресноводным образом
жизни, состоит в том, что покровы тела пресноводных рыб гораздо
более проницаемы для воды, чем у морских. Поступающая в их ор-
ганизм по осмотическому градиенту вода создает опасность гипергид-
ратации. Для восстановления ионного баланса рыбы вынуждены по-
стоянно поглощать ионы из внешней среды и выделять из организма
большие количества жидкости (рис. 1, Б). У пресноводных рыб эта
задача выполняется преимущественно жабрами и почками и в мень-
шей степени в процессы поддержания гомеостаза вовлечены мочевой
пузырь и кишечник.
Большая водная нагрузка стимулирует развитие у пресноводных
рыб почек с хорошо выраженными гломерулами, фильтрующими
большие объемы жидкостей. Образование осмотически разведенной
мочи — самый важный аспект участия почек пресноводных рыб в
гиперосмотической регуляции (Наточин, Лаврова, 1984). Этот про-
цесс основан на реабсорбции Na+ и СГ эпителием проксимальных
отделов почечных канальцев. Моча, пройдя через мочеточники, ста-
новится все менее концентрированной. Значительна и реабсорбция
ионов через эпителий мочевого пузыря (Curtis, Wood, 1991). В ре-
зультате этого моча пресноводных рыб становится раствором, сильно
разбавленным по сравнению с первоначальным уровнем (рис. 1, Б).
Величина ренальных потерь Na+ и СГ, как правило, не превышает
10—15 %, для других ионов эти показатели еще ниже (McDonald,
Wood, 1981). Потеря солей через кишечник столь мала, что ее обыч-
но не принимают во внимание (Проссер, 1977).
12
Реабсорбция ионов из мочи не может восполнить утрату солей из
организма пресноводных рыб. Основной способ поддержания гоме-
остаза у них состоит в поглощении ионов из внешней среды слабо-
проницаемым для солей и воды жаберным эпителием. Открытый в
начале 30-х годов (Smith, 1930; Krogh, 1939) «пресноводный» ионо-
обменный механизм впоследствии был уточнен и дополнен (Maetz,
Garcia-Romeu, 1964; Maetz, 1972, 1973; Kerstetter, Keeler, 1976; Ви-
ноградов, Комов, 1985; Wright, Wood, 1985; Avella et al., 1987; Avella,
Bornancin, 1989; Battram et al., 1989; Lin, Randall, 1991; Goss et al.,
1992, 1994, и др.). С самого начала было установлено, что в жабрах
пресноводных рыб происходят два независимых электронейтральных
обмена: Na+/bT или Na + /NHJ (оба представляют собой кислотные
эквиваленты) и C17HCOJ (щелочной эквивалент). Na+-кислотный
и СГ-основной обмены обеспечивают также регуляцию кислотно-
щелочного равновесия во внутренних жидкостях организма пресно-
водных рыб. Первый блокируется амилоридом, а второй стербеновы-
ми производными: SITS, DITS (Perry, Randall, 1981; De Renzis,
Bornancin, 1984; Wright, Wood, 1985; Lin, Randall, 1991).
В соответствии с моделью, предложенной в середине 80-х годов
(Виноградов, Комов, 1985), экскреция Н+ и NHJ сопряжена с ак-
тивным транспортом не только Na+, но и К + , Са2+ и, возможно, Mg2 +
(рис. 2, Б). Лучше всего изучен принцип Na^/NHJ-сопряженного
обмена, локализованного в апикальной мембране ионтранспортиру-
ющих клеток жаберного эпителия (Perry, Randall, 1981; Wright,
Wood, 1985; Lin, Randall, 1991). Убедительным доказательством его
существования в жабрах пресноводных рыб служат угнетение про-
цессов поглощения Na+ в присутствии избыточного количества
NHJ во внешней среде и стимуляция его сорбции при инъекциях ам-
мония (Maetz, Garcia-Romeu, 1964; Evans, 1977). Поступление Na"
в клетку происходит через Na+-каналы против электрохимического
градиента концентрации. Энергия, необходимая для осуществления
этого процесса, обеспечивается гидролизом АТФ, а роль ионных на-
сосов играет Na +,К +-АТФаза, локализованная на базолатеральных
мембранах хлоридных клеток (Sargent et al., 1975; Philpott, 1980;
Avella, Bornancin, 1990; Lin, Randall, 1991; Goss et al., 1992). Таким
же образом происходит и активное поглощение Са2+ и К + , но роль
основных транспортных ферментов играют соответственно Са2 + -
АТФаза и К + -АТФаза (Feinblatt, 1982; De Renzis, Bornancin, 1984;
Flik et al., 1985, 1993b).
В последние годы выдвинута гипотеза о существовании в ион-
транспортирующих клетках жаберного эпителия пресноводных рыб
электрогенных протонных насосов, удаляющих из жабр Н+ (Avella,
Bornancin, 1989; Lin, Randall, 1991; Goss et al., 1992). Она основы-
вается на значительном функциональном и морфологическом сход-
стве обладающих очень низкой проницаемостью для ионов плотных
(tight) межклеточных контактов эпителиев жабр пресноводных рыб
(Sardet, 1980), мочевого пузыря черепахи (Steinmetz, 1986) и кожи
13
Рис. 3. Схема транспорта газов и ионов через жаберный эпителий пресноводных рыб
(по: Lin, Randall, 1991).
Ионные насосы обозначены черными кружками, пассивная диффузия — стрелками.
лягушки (Ehrenfeld et al., 1985). Поскольку в двух последних случа-
ях присутствие протонного насоса хорошо документировано, предпо-
лагается, что он существует и в жаберном эпителии рыб. Возможно,
этот механизм даже более эффективен для удаления из организма
кислотных эквивалентов, чем Na4/ЬР-эл ектронейтральный обмен.
Суть работы протонного насоса, или Н + -АТФазы, расположенно-
го на апикальной мембране ионтранспортирующей клетки, состоит в
том, что он переносит протоны, образующиеся в результате «депро-
тонизации» ионов аммония (Evans et al., 1989; Lin, Randall, 1991),
из клетки во внешнюю среду и генерирует отрицательный потенциал
на внутренней стороне мембраны (рис. 3). В результате этого Na +
через «апикальные» Na-каналы поступает в клетку и с помощью ион-
ного насоса — Na + , К4 (NH^)-АТФазы, локализованного на базола-
теральных мембранах, переносится из клетки в кровь (рис. 3, 4). Об-
мен Na+ на метаболический NHJ, поступающий в жабры из внут-
ренней среды, так же как и Na4/Н + -обмен, электронейтрален и
энергозависим. Ионы аммония способны замещать Na+ в Na\ К
АТФазе. Поступая в клетку, аммоний трансформируется в NH3 и
протон (рис. 4). NH3 диффундирует через высокопроницаемые для
этого соединения апикальные клеточные мембраны в воду, а протоны
14
поставляются в протонные насосы (Evans et al., 1989; Lin, Randall,
1991; Goss et al., 1992). Таким образом сопрягается экскреция
протона и сорбция Na+ из внешней среды.
Величина сорбции жабрами пресноводных рыб Na + , К + , Ca2t пре-
вышает уровень их потерь. Это служит основой для поддержания ба-
ланса этих катионов в организме и имеет решающее значение для
рыб, обитающих в пресных водоемах с дефицитом Na + , К + , Са2 +
При низком содержании солей в воде система ионного обмена в жаб-
рах модифицируется таким образом, что поглощение катионов из
внешней среды увеличивается, а потери многократно снижаются
(Виноградов, 1988). По-видимому, сама возможность заселения сла-
боминерализованных пресных водоемов была обусловлена совершен-
ствованием механизмов транспорта в жабрах рыб натрия, кальция,
калия и, возможно, магния (Виноградов, 1979, 1988; Flik et al., 1985,
1993b).
Механизм СГ/НСОз-обмена достаточно сложен. НСОз для него
поставляется за счет гидратации СО2 в эритроцитах и клетках жа-
берного эпителия в присутствии карбоангидразы (Conley, Mallatt,
1988; Battram et al., 1989) (рис. 5). Образующиеся при этом бикар-
бонаты диссоциируют на НСОз иН+ с выделением протона (Heisler,
1984; Randall, Daxboeck, 1984; Avella, Bornancin, 1989; Lin, Randall,
1991). В результате этого процесса поставляются протоны для элек-
трогенных протонных насосов и анионы — для электронейтральных
ионных. Обмен СГ на НСОз происходит против электрохимического
градиента концентрации, молекулярной основой ионных насосов
являются ферменты АТФазного комплекса. Предполагалось, что
ведущая роль в экскреции СГ у пресноводных рыб принадлежит
СГ/НСОз-АТФазе (Bornancin et al., 1980; Резник и др., 1986). В по-
следние годы появились данные об участии в Cl/HCOj-обмене СГ-
Рис. 4. Схема транспорта натрия и аммония в жабрах пресноводных рыб (по: Avella,
Bornancin, 1989).
Ионные насосы обозначены кружками, диффузия — стрелками.
15
Рис. 5. Схема связи между транспортом Na , Н , NH4 и СО2 в жабрах
пресноводных рыб (по: Randall, Daxboeck, 1984).
активируемой Mg^-АТФазы (Battram, 1987; Гдовский, Мензиков,
1991; Мензиков, 1992).
СГ в клетках эпителия жабр обменивается не только на НСО3,
но и на ОН', образующийся в результате диссоциации некоторого
объема воды, участвующей в гидратации СО2. СГ/ОН'-обмен осуще-
ствляется с помощью карбоангидразы, локализующейся в эритроци-
тах и клетках жаберного эпителия (см.: Heisler, 1984; Randall, Dax-
boeck, 1984). Один из возможных способов прохождения хлора через
клеточные мембраны состоит в котранспорте Na+/K+ /СГ (Battram et
al., 1989). Возможно, именно таким путем некоторое количество СГ
выводится из клетки в кровь.
Na + /H+(NH|) и СГ/НСО^(ОН')-электронейтральные обмены
представляют собой принципиальный механизм кислотно-щелочной
регуляции б жаберном эпителии рыб (Maetz, 1973; Проссер, 1977;
Heisler, 1984; Wright, Wood, 1985; Avella, Bornancin, 1989; Lin, Ran-
dall, 1991). Они тесно связаны между собой (рис. 5).
Экскреция NH4 и НСО3, обменивающихся в процессе метаболиз-
ма на Na+ и СГ, в определенной мере регулирует поглощение этих
ионов из внешней среды (Heisler, 1984). Помимо NaVNHJ-обмена
16
удаление аммония из жабр костистых рыб происходит путем комби-
нирования ионной и неионной диффузии NHJ и NH3 (Maetz, Garcia-
Romeu, 1964; Evans, 1977; Girard, Payan, 1980; Wright, Wood, 1985).
В обычных условиях экскреция аммония происходит преимущест-
венно в форме диффузии NH3, но при высокой концентрации наруж-
ного аммония Na^/NHJ-обмен может уравновешивать его диффузию
из внешней среды (Cameron, Heisler, 1983).
Существует связь между экскрецией аммония и углекислого газа.
Выводящийся из жаберного эпителия СО2 быстро гидратируется,
преобразуясь в HCOJ. Вследствие этого микросреда, прилежащая к
поверхности жабр, закисляется (Wright et al., 1986). Поступающий
в эту зону аммоний присутствует здесь в форме NHJ, поддерживая
градиент между внутренней и внешней средой. Снижение экскреции
СО2 из эпителия уменьшает уровень закисления слоя на поверхности
жабр и одновременно увеличивает содержание аммония не только в
нем, но и в крови рыб. Таким образом, механизмы экскреции аммо-
ния и СО2 в жабрах рыб сопряжены так же, как в почках, но природа
их различна (Wright et al., 1989).
Через жабры пресноводных рыб удаляется около 90 % аммония
(Maetz, 1973; McDonald, Wood, 1981). Можно считать, что именно
этот орган, осуществляющий основную экскрецию продуктов азоти-
стого обмена, выполняет ряд функций, присущих почкам наземных
позвоночных (Evans, 1975; Виноградов, 1988).
Проблема конкретной локализации механизмов обмена ионов и
поддержания кислотно-щелочного равновесия в эпителии жабр кос-
тистых рыб долгое время дискутировалась. Активный транспорт
ионов у морских рыб всегда связывали только с хлоридными клетка-
ми (Keys, Willmer, 1932; Maetz, 1971; Laurent, Dunel, 1980; Payan et
al., 1984, и др.). Что касается пресноводных Teleostei, то эта идея
трансформировалась от отрицания возможности участия хлоридных
клеток в ионном обмене (Краюшкина, 1974; Girard, Payan, 1980;
Payan et al., 1984) до признания их ведущей роли в этом процессе
(Laurent et al., 1985; Матей, 1986а, 1990а; Avella et al., 1987; Avella,
Bornancin, 1989; Laurent, Perry, 1990; Lin, Randall, 1991). Уникаль-
ность ультраструктуры хлоридных клеток, сближающая их с ионо-
цитами других осморсгулирующих эпителиев, возможность быстрой
адаптации к изменению параметров среды, отличающая их от других
компонентов жаберного эпителия пресноводных рыб, — лучшие
доказательства ионтранспортирующих функций этих клеток (см.
гл. 3.1.2). По-видимому, именно здесь у пресноводных рыб, так же
как и у морских, локализуются ионные и протонные насосы и ионные
каналы.
Недавняя попытка (Battram et al., 1989; Goss et al., 1992) огра-
ничить функции хлоридных клеток пресноводных рыб СГ/НСО3'-об-
меном, a Na+/H+(NH4)-обмен связать с респираторными клетками
требует дополнительных доказательств (см. гл. 3.1.1, 3.1.2).
Механизмы обмена ионов, характеризующие «пресноводный» тип
гомеостаза, отмечены и в жаберном эпителии морских костистых рыб
1 в. Е. Матей 17
(Evans, 1977, 1984a). Это позволяет предположить, что у древних
пресноводных рыб процессы экскреции метаболитов и поддержания
кислотно-щелочного равновесия развились раньше и, возможно, бы-
ли более важны, чем поглощение из внешней среды Na+ и СГ (Evans.
1984а).
Ионная и осмотическая регуляция постоянства состава внутрен-
ней среды — не единственная и, возможно, не первичная функция
жабр. Наряду с поддержанием гомеостаза они обеспечивают обмен
газов между внешней средой и органами и тканями рыб. На ранних
этапах онтогенеза рыб поглощение О2 и выведение СО2 происходит
в основном через поверхность тела (Стрельцова, 1953; Rombough,
Ure, 1991). В дальнейшем доля кожного дыхания снижается до 15—
35 % и основной обмен дыхательных газов у взрослых животных
идет через эпителий жабр (Кляшторин, 1982; Rombough, Ure, 1991).
В настоящее время жабры рассматриваются как высокоспециализи-
рованная система внешнего дыхания, в которой происходит погло-
щение кислорода в обмен на выделение эквивалентного количества
углекислого газа.
Принцип обмена дыхательных газов одинаков у морских и пре-
сноводных рыб. Подача растворенного в воде кислорода к дыхатель-
ной поверхности жабр происходит с помощью жаберного насоса и на-
порной вентиляции или ирригации; транспорт О2 и СО2 через на-
ружную жаберную мембрану, отграничивающую внутреннюю среду
от внешней, осуществляется за счет простой диффузии (см.: Кляш-
торин, 1982).
Согласно модели Л. Б. Кляшторина (1982), поступление О2 к тка-
ням осуществляется в двух капиллярных газообменниках — жабер-
ном и тканевом. В жаберном, пронизанном густой сетью капилляров,
принадлежащих артерио-артериальной системе (см. гл. 2.4), раство-
ренный в воде кислород переходит в кровь, циркуляция которой под-
держивается работой сердечного насоса. Одновременно в тканевом
газообменнике, в сосудах артерио-венозной системы, происходит пе-
реход СО2 из тканей в кровь, а в жаберном этот газ диффундирует
из крови в воду.
Обмен О2. Уровень потребления кислорода из воды жабрами
рыб определяется площадью общей дыхательной поверхности жабр,
толщиной диффузионного барьера, отделяющего элементарную еди-
ницу жаберного газообменника — капилляр от внешней среды, раз-
ностью парциального давления (напряжения) кислорода между во-
дой и кровью, а также коэффициентами диффузии и растворимости
О2. Интенсивность поглощения кислорода в значительной мере оп-
ределяется экологическими особенностями рыб.
В раннем онтогенезе площадь поверхности жабр возрастает прямо
пропорционально увеличению массы тела, у взрослых особей эта ве-
личина постоянная (см.: Hughes, 1984). Морфометрия жабр морских
(Hughes, 1984) и пресноводных рыб (Кляшторин, 1982) показала,
что площадь дыхательной поверхности органа у активных пелагиче-
ских видов на порядок выше, чем у малоподвижных донных рыб.
Величина диффузионного (водно-тканевого) барьера определя-
IX
ется расстоянием между кровью и внешней средой в респираторных
ламеллах (см. гл. 3.2). Она зависит от линейно-массовых показате-
лей рыб и их экологии. У молоди диффузионный барьер тоньше, чем
v взрослых рыб того же вида; у холодолюбивых видов толще, чем у
теплолюбивых (Hughes, 1984; Kisie, Hughes, 1992). У активных
пловцов, нуждающихся в быстром обмене дыхательных газов, он в
5—Ю раз тоньше, чем у донных и малоподвижных рыб. Это способ-
ствует значительному повышению скорости переноса О2 через эпи-
телий жабр в эритроциты и является необходимым условием удов-
летворения высокой потребности в кислороде активных видов рыб.
Кислород, прошедший через высокопроницаемый для газов жа-
берный эпителий, поступает в кровь. Связываясь с гемоглобином,
входящим в состав эритроцитов, он вместе с током крови транспор-
тируется к тканям и органам. Переход гемоглобина из оксигени-
рованного в неоксигенированное состояние происходит за короткое
время прохождения крови по капиллярам через дыхательную по-
верхность жабр. Содержание этого дыхательного пигмента в крови
пропорционально концентрации эритроцитов и колеблется в зависи-
мости от экологии и таксономии рыб (см.: Кляшторин, 1982; Randall,
Daxboeck, 1984). Содержание гемоглобина и кислородная емкость
крови выше у рыб, ведущих активный образ жизни (Крепе, 1958).
Средний градиент парциального давления О2 (РО2) между водой
и кровью возрастает по мере повышения двигательной активности
рыб. Донные рыбы характеризуются низким РО2 артериальной и ве-
нозной крови, тогда как у активных видов эти показатели весьма
высоки и приближаются к таковым у млекопитающих (Кляшторин,
1982). Эта особенность хорошо объясняет более высокий процент
утилизации О2 у донных и малоподвижных рыб. У рыб, обитающих
в средах с пониженным содержанием О2 или проводящих некоторое
время в «заморных» водоемах, развиваются компенсаторные реак-
ции: увеличение площади поверхности жабр, через которую проис-
ходит активный газообмен, уменьшение барьера между кровью и
внешней средой, усиление работы сердца, повышение объема жабер-
ной ирригации и кровотока. Это позволяет им сохранить постоянный
уровень обмена О2 вплоть до критической точки, при которой резер-
вы дыхательной системы оказываются исчерпанными (см.: Кляшто-
рин, 1982; Randall, Daxboeck, 1984).
Обмен СО2 отличается от кислородного тем, что растворение уг-
лекислоты сопровождается ее химическим взаимодействием с водой
с образованием бикарбоната, диссоциирующегося на Н+ (с выведе-
нием протона) и НСО3. Не вся углекислота растворяется в крови,
часть ее остается в свободном состоянии, но подкисления крови нс
происходит. Величины pH венозной и артериальной крови, благодаря
ее буферным свойствам, примерно одинаковы, несмотря на различия
в содержании в них СО2 (Кляшторин, 1982; Randall, Daxboeck,
1984). Связь между обменом дыхательных газов, ионов и экскрецией
аммония в жабрах рыб продемонстрирована Рэндэллом и Дексбеком
(рис. 5).
2*
19
Основной обмен углекислоты происходит в эритроцитах, так как
именно в них СО2 трансформируется в HCOJ. Преобразование СО2
в Н2СО3 и далее в НСО3 в них происходит быстрее, чем в плазме
крови, в которой отсутствует основной катализатор этого процесса —
карбоангидраза. СО2 из плазмы диффундирует в эритроциты, где
происходит стремительное увеличение концентрации бикарбоната. В
свою очередь НСО3, замещаясь СГ, выводится из эритроцита в плаз-
му и с током крови переносится в жабры, омываемые водой с более
низким, чем в крови, содержанием углекислоты (рис. 5). Здесь ме-
ханизм обмена газов меняет направление — углекислота уходит из
крови в воду, и равновесие смещается в сторону образования СО2 из
бикарбоната. Этот процесс также катализируется карбоангидразой
эритроцитов. Концентрация НСО3 в них снижается, СО2 уходит в
воду, бикарбонат и ион хлора меняются местами: первый переходит
в плазму, а второй — в эритроциты (Haswell et al., 1978; Heming,
Randall, 1982; Randall, Daxboeck, 1984).
При увеличении содержания в воде углекислоты градиент ее на-
пряжения между кровью и средой снижается и соответственно умень-
шается скорость выведения СО2 через жабры. Накопление углекис-
лого газа в крови вызывает развитие компенсаторных реакций, часть
из которых реализуется за счет увеличения буферной емкости крови
путем мобилизации тканевых бикарбонатов (Кляшторин, 1982;
Randall, Daxboeck, 1984). При значительном насыщении крови уг-
лекислотой ее буферная способность может быть исчерпана, а избы-
точное количество Н+ способно вызвать нарушение ионного обмена
и кислотно-щелочного гомеостаза. Так, в результате функциональ-
ной нагрузки проявляется непосредственная связь между основными
функциями жабр: дыханием, обменом ионов и экскрецией метаболи-
тов.
Физиологические механизмы обмена дыхательных газов, элект-
ролитов, осмотически активных веществ, экскреция метаболитов ко-
ординируются нервным и гуморальным путями. Строение и некото-
рые принципы функционирования отдела нервной системы, контро-
лирующего работу жаберного аппарата рыб, будут рассмотрены в
гл. 2.3. В данной главе даются общие представления о роли гумораль-
ных регуляторных механизмов в обмене ионов и дыхательных газов
в жабрах костистых рыб.
Гуморальная регуляция функций жабр осуществляется двумя
нейроэндокринными системами: гипоталамо-гипофизарной нейро-
секреторной системой (ГГНС) и каудальной нейросекреторной сис-
темой (КНС). ГГНС регулирует деятельность периферических же-
лез: интерреналовой и хромаффинной, ультимобранхиальной, телец
Станниуса. Нейрогормоны, продуцируемые системой «гипотала-
мус—гипофиз», и гормоны эндокринных желез контролируют не
только работу жабр, но и других компонентов физиологической си-
стемы водно-солевого обмена: почек, кишечника, мочевого пузыря
рыб (Поленов, 1968; Johnson, 1975; Smith, 1982; Bjornsson et al.,
1987).
20
Повышение или снижение осмотического давления внешней сре-
ды стимулирует деятельность нейросекреторных клеток гипоталами-
ческих ядер, в результате чего активируется функция гипофиза и
желез-«мишеней». Наиболее значительна эта реакция у стеногалин-
ных морских или пресноводных рыб, у эвригалинных она выражена
в меньшей степени (Баранникова, 1975).
Важную роль в регуляции дыхания и водного и электролитного
обмена у рыб играют гормоны, продуцируемые нейросекреторными
клетками гипоталамуса: изотоцин и аргинин-вазотоцин (АВТ)
(Maetz et al., 1964; Maetz, 1968; Баранникова, 1975; Pang, 1977). Их
осморегуляторные функции различны. АВТ рассматривается как ос-
новной антидиуретический гормон, вызывающий диурез у пресно-
водных рыб и увеличивающий объем гломерулярной фильтрации, а
изотоцин влияет на водно-минеральный баланс, повышая обмен Nar,
и регулирует кровоснабжение жабр (Поленов, 1968; Pang, 1977;
Smith, 1982).
Из гормонов аденогипофиза наибольшим влиянием на эффек-
торные органы системы водно-солевого обмена обладают пролактин,
адренокортикотропный гормон (АКТГ) и соматотропин. Пролактин
имеет очень широкий спектр действия, направленный на оптими-
зацию осморегуляторных процессов у пресноводных рыб. Он увели-
чивает скорость гломерулярной фильтрации в почках, уменьшает
поглощение воды из кишечника и мочевого пузыря и повышает по-
глощение Na+ в почках и мочевом пузыре. Пролактин значительно
снижает проницаемость осморегуляторных эпителиев, и в первую
очередь жаберного, для ионов и воды (Ball, 1969; Clarke, Bern, 1980;
Nicoll et al., 1981; Wendelaar Bonga, Meij van der, 1981; Foskett et
al., 1983; Bern, 1985; Flik et al., 1989; Wendelaar Bonga et al., 1990b).
В жабрах пресноводных рыб пролактин ингибирует дифференци-
ровку хлоридных клеток, но стимулирует деление и созревание сли-
зистых.
Специфическое действие на осморегуляцию оказывает и сомато-
тропин. Оно не связано с ростом рыб и заключается в регуляции ин-
тенсивности транспорта ионов путем увеличения популяции хлорид-
ных клеток в жаберном эпителии рыб (Ball, 1969; Bolton et al., 1987;
Hirano et al., 1987; Richman, Zaugg, 1987; Suzuki et al., 1987; Flik et
al., 1993a).
Основные функции АКТГ — стимуляция секреторной активности
интерреналовой железы, продуцирующей кортикостероидные гормо-
ны, из которых наиболее важными в осморегуляции рыб считаются
глюкокортикоид кортизол и минералкортикоид альдостерон (Maetz,
1968; Johnson, 1973; Foskett et al., 1983; Bjornsson et al., 1987). Кор-
тизол — антагонист пролактина — увеличивает численность ион-
транспортирующих клеток и их специфическую ферментативную
активность в эпителии жабр, повышает проницаемость межклеточ-
ных контактов, регулирует баланс натрия и кальция в почках и жаб-
рах (Epstein et al., 1971; Forrest et al., 1973; Foskett et al., 1981, 1983;
Flik, Perry, 1989; Laurent, Perry, 1990; McCormic, J990; Flik et al.,
21
1993b). Функции альдостерона пока менее известны. Считается, что
он, как и кортизол, участвует в балансе Na+ (Johnson, 1973).
Функция двух других эндокринных органов — телец Станниуса
и ультимобранхиальной железы — регуляция содержания кальция в
крови рыб. Для стеногалинных пресноводных видов это особенно ак-
туально, так как зачастую они обитают в слабоминерализованной
воде. Ведущая роль в балансе кальция принадлежит тельцам Стан-
ниуса (Soving-Pang, Fenwick, 1974). Еще в 40—50-х годах в них были
обнаружены кортикоиды (Callamand, 1943; Fontaine, Leloup-Hatey,
1960), а в настоящее время выделен уникальный гипокальциемиче-
ский гормон — станиокальцин (Clark, 1983). Показано, что он регу-
лирует деятельность Са-каналов в апикальных мембранах хлорид-
ных клеток (Flik et al., 1993b). Удаление телец Станниуса повышает
уровень кальция в плазме крови. Гипокальциемическим эффектом
обладает и гормон ультимобранхиальной железы — кальцитонин. Он
регулирует экскрецию Са2+ жабрами рыб и, вероятно, участвует в
регуляции содержания фосфора в организме рыб (Feinblatt, 1982;
Smith, 1982).
В процессах гомеостатирования у рыб важную роль играют и дру-
гие физиологически активные вещества — посредники, меняющие
чувствительность клеток ионтранспортирующих органов к гормону.
Так, простагландины регулируют реакцию клеток почечных каналь-
цев на действие антидиуретического гормона (АДГ), а циклический
АМФ может модифицировать транспорт Na+ в хлоридных клетках
(Foskett et al., 1983; Наточин, 1984).
Вторая нейроэндокринная система рыб — каудальная (КНС) про-
дуцирует нейрогормоны — уротензины, спектр биологической ак-
тивности и направленность действия которых аналогичны таковым
нейрогормонов гипоталамуса (Саенко, 1993). Органами-«мишенями»
для них служат жабры, почки и мочевой пузырь. Основная функция
КНС, осуществляемая непосредственно или через влияние на другие
эндокринные железы и осморегуляторные органы, состоит в регуля-
ции водно-солевого обмена (Bern, 1985).
Гормональные механизмы регулируют и процессы обмена дыха-
тельных газов в жабрах рыб. Повышение в крови уровня катехола-
минов, продуцируемых хромаффинной тканью, — адреналина (эпи-
нефрина) или ацетилхолина вызывает расслабление гладких мышц,
входящих в состав жаберного аппарата, и увеличение диаметра кро-
веносных сосудов. Гормоны задней доли гипофиза — изотоцин и ар-
гинин-вазотоцин регулируют сокращение гладкой мускулатуры и су-
жение сосудов (см.: Smith, 1982). В регуляции кровообращения в
жабрах принимают участие и уротензины (Bern, 1985).
Интенсивность дыхания рыб в покое и при повышенной двига-
тельной активности также регулируется гормональным путем (Wede-
meyer et al., 1976). В первом случае под действием ацетилхолина
основной кровоток происходит в филаментах жабр, в результате чего
увеличивается барьер между кровью и внешней средой, и кислород-
ный обмен оказывается минимальным. Увеличение интенсивности
движения сопровождается повышением выделения адреналина, под
22
действием которого основной кровоток осуществляется в тонких ре-
спираторных ламеллах. За счет этого создается максимальный кис-
лородный обмен, способствующий оптимизации основных процессов
в организме рыб.
1.1. Заключение
физиологические механизмы дыхания у морских и пресноводных
рыб одинаковы: О2 обменивается на эквивалентное количество СО2,
транспорт газов через жаберный эпителий осуществляется путем
простой диффузии, основные процессы окси- и деоксигенации про-
исходят в эритроцитах и катализируются карбоангидразой.
Процессы осмотической регуляции у морских и пресноводных рыб
различны; у первых она обеспечивается гипоосмотическим, а у
вторых — гиперосмотическим способом. В жабрах пресноводных
рыб диффузионная потеря ионов компенсируется механизмами их
активного транспорта из внешней среды. Два независимых элек-
тронейтральных обменных процесса — Na+(K+,Ca2+)/H+(NH4> и
C17HCOJ(ОН") обеспечивают поглощение ионов против электрохи-
мического градиента между внутренней и внешней средой. Они по-
ступают в клетки жаберного эпителия по соответствующим ионным
каналам, роль ионных насосов играют ферменты транспортного
АТФазного комплекса. Помимо электронейтральных в ионтранспор-
тирующих клетках жабр локализуются и электрогенные протонные
насосы, получающие протоны в результате обмена ионов и дыхатель-
ных газов. Через жабры выводится около 90 % метаболитов — про-
дуктов азотистого обмена, что позволяет рассматривать жабры рыб
как функциональный аналог почек наземных позвоночных.
Процессы газообмена, ионной и осмотической регуляции и экс-
креции метаболитов взаимосвязаны. Они отличаются высокой сте-
пенью координированности, что обеспечивается двойной, нервной и
гуморальной, регуляцией, и обладают высокой пластичностью. Бла-
годаря этому рыбы способны приспосабливаться к постоянно, а зача-
стую и резко меняющимся физико-химическим параметрам внешней
среды.
Одновременное осуществление сложных, разноплановых и в то
же время связанных между собой процессов потребовало создания в
процессе эволюции водных животных органа, строение которого мог-
ло бы полностью обеспечивать разрешение этих функциональных за-
дач. Он должен был быть компактным, экономичным и в то же время
обладать большой наружной поверхностью, иметь мощную кровенос-
ную систему и хорошо развитую иннервацию, содержать в своем со-
ставе специализированные элементы, способные осуществлять ак-
тивный транспорт ионов и обмен газов. Жабры рыб отвечают всем
этим требованиям. Высокая степень соответствия между их структу-
рой и функцией может быть продемонстрирована при изучении об-
щей организации и ультратонкого строения органа.
23
Глава 2
ОБЩЕЕ СТРОЕНИЕ ЖАБР КОСТИСТЫХ РЫБ
Жабры рыб как анатомическая структура, обеспечивающая обмег
дыхательных газов и ионов, совершенствовалась в процессе эволю-
ции. Как известно, одна из наиболее фундаментальных характери-
стик типа позвоночных — строение жаберных щелей. Они образуют-
ся по единому принципу путем слияния экто- и эктодермальных за-
родышевых листков и располагаются симметрично по обеим сторо-
нам головы. Жаберные щели присутствуют у предков рыб (Tunicata,
Enteropneusta и Pterobranchia), сохраняются у Amphibia и в несколь-
ко редуцированном виде на эмбриональных стадиях развития
Amniota. Однако только у предков Osteichthyes эти структуры впер-
вые прикрываются сверху подвижными жаберными крышками (Се-
верцов, 1939). Благодаря этому у костных рыб возникает принципи-
ально новый эффективный способ дыхания. Он осуществляется «жа-
берным насосом», в котором жаберные крышки, вместе с ротовым
аппаратом и собственно жабрами, играют роль клапанов и поршней
(см.: Кляшторин, 1982). За счет работы жаберного насоса и напорной
вентиляции через жабры рыб прокачиваются большие объемы воды.
Большинство Teleostei имеет 5 жаберных щелей. Они разделены
скелетными дугами, представляющими основную несущую конст-
рукцию жаберного аппарата. Последний ограничивает нижнюю, бо-
ковые и частично верхнюю части ротоглоточной полости.
Жабры костистых рыб — парный орган, образованный 4 основ-
ными жаберными дугами, нумерующимися с 1-й по 4-ю в рострока-
удальном направлении, и 5-й короткой дополнительной мандибуляр-
ной дужкой, или «псевдожаброй», расположенной непосредственно
под жаберной крышкой. Функции 1—4-й жабр вполне определенны
(см. гл. 1); псевдожабры, по-видимому, также принимают участие в
ионной регуляции, хемо- и механорецепции, но их роль в газообмене
минимальна (Mattey et al., 1980; Fischer-Sheri, Hoffmann, 1986).
2.1. Жаберная дуга и жаберные тычинки
Четыре основные костные жаберные дуги (gill arches) Teleostei
представляют собой весьма сложные опорные структуры. Все они
имеют небольшую латеральную выпуклость и значительно вогнуты
в медиальном направлении (рис. 6, а; 7, а, б, см. вкл.). Их строма
образована соединительной тканью, в которую погружены лимфати-
ческие и кровеносные сосуды, нервные волокна, а скелетную основу
составляет гиалиновый хрящ, в котором различают 4 взаимосвязан-
ных сочлененных участка (Harder, 1964; Молдавская, 1982). Повер-
хность дуг покрыта эпителием, сформированным клетками с разви-
той системой микрогребней (рис. 8, а, б, см. вкл.). Среди них выяв-
ляются секреторные поры слизистых клеток, особенно многочислен-
ные у бентофагов и рыб, ведущих придонный образ жизни: леща,
карпа, сома, ерша (рис. 8, б). От вогнутой поверхности жаберных дуг
24
a
Рис. 6. Схема строения жаберной пластинки (а, б), лепестка (в) и дуги (г) у костистых
рыб.
/ — жаберная пластинка; 2 — жаберная дуга; J — латеральная жаберная тычин-
ка; 4 — медиальная тычинка; 5 — латеральная полужабра; 6 — медиальная полу-
жабра; 7 — филамент; <8 — респираторная ламелла; 9 — жаберные шипы.
в антеромедиальном направлении отходят 2 ряда жаберных тычинок
(rakers): медиальный и латеральный (рис. 6, б; 7, б). Вместе с самой
дугой они образуют часть глоточной полости. Скелетную основу жа-
берных тычинок составляет гиалиновый хрящ, а поверхность, как и
на жаберных дугах, покрыта эпителием (рис. 9, а—г; 10, а—в, см.
вкл.). Число тычинок постоянно для каждого вида рыб и использу-
ется в ихтиологии как систематический признак. Оно позволяет не
только уточнить таксономическую принадлежность рыб, но и про-
следить дивергенцию близкородственных видов (Шпет и др., 1961;
Паюсова, Корешкова. 1974).
Жаберные тычинки медиального и латерального рядов располо-
жены под острым углом друг к другу и формируют высокий гребень,
идущий параллельно дуге. Совокупность этих гребней представляет
собой важную часть цедильного аппарата рыбы, отфильтровывающе-
го из воды планктон и детрит. Тычинки играют роль своеобразного
сита, препятствующего выбросу пищевых частиц в просветы дыха-
тельных путей, и одновременно служат субстратом, на котором эти
частицы оседают после фильтрации (Замбриборщ, 1957). Концы ты-
чинок медиального ряда одной дуги обращены в промежутки между
тычинками латерального ряда (рис. 6, г). Чередующееся расположе-
ние этих структур служит приспособлением, позволяющим сужать
Щели «сита», иногда до их полного замыкания (Шпет и др., 1961).
Для очищения тычинок и заглатывания пищевых частиц рыбы пери-
одически рефлекторно промывают жабры обратной струей воды.
Тычинки латерального ряда на 1-й жаберной дуге всегда значи-
тельно длиннее, чем на 2—4-й дугах: у окуня — в 10, у форели —
25
в 5—6, а у леща — в 5—8 раз. У всех Teleostei на всех жаберных
дугах тычинки медиального ряда короче, чем латерального (рис. 6,
б; 7, б). У некоторых видов рыб, в частности фундулюса, они вообще
редуцируются до маленьких бугорков (Hossler et al., 1985).
Форма жаберных тычинок варьирует в зависимости от вида рыб.
Чаще всего они конические, как у карповых, или палицеобразные,
как у окуневых (рис. 9, б). Реже встречаются серповидные (щука)
или ветвистые (молодь омуля) тычинки (рис. 9, в, г). У всех рыб они
разделены соединительнотканными прослойками и снабжены мощ-
ными поперечнополосатыми мышцами (Молдавская, 1982; Hughes,
1984). При сокращении последних жаберные тычинки сближаются,
регулируя размер ячеек цедильного сита.
Важным признаком, характеризующим структуру жаберных ты-
чинок Teleostei, служит присутствие на их поверхности заостренных
роговых отростков-шипов (spines), прободающих эпителиальный
пласт и ориентированных в просвет между тычинками (рис. 6, г; 9,
б, г; 10, а—в). Они располагаются на наружной и внутренней (гло-
точной) поверхностях тычинок латерального и медиального рядов
4-й, 3-й и в меньшей степени 2-й жаберных дуг и очень редко выяв-
ляются на 1-й дуге. Количество жаберных шипов в первую очередь
определяется типом питания рыб. Они особенно многочисленны у
молоди рыб, питающейся планктоном: семги-пестрятки, форели
ручьевой и радужной, омуля, окуня, а также у взрослых рыб-планк-
тофагов: синца, карася (рис. 9, б, г; 10, в). Шипы не обнаружи-
ваются у типичных бентофагов — карпа, леща и хищных щуковых
(рис. 9, а, в). Как показано на окуне, при переходе молоди рыб с
планктонного на хищный тип питания эти структуры инволюируют
(Матей, 1995). По-видимому, жаберные шипы служат дополнитель-
ным приспособлением для усовершенствования и повышения эффек-
тивности цедильного аппарата, позволяющим рыбам-планктофагам
отфильтровывать из воды самые мелкие кормовые организмы.
Жаберные тычинки выполняют не только фильтрационные, но и
хеморецепторные функции. На их поверхности располагаются вы-
пуклые куполовидные образования — вкусовые почки (рис. 11, а,
см. вкл.). Характер распределения и ультраструктура поверхности
вкусовых почек у костистых рыб, принадлежащих к различным так-
сономическим и экологическим группам, однотипны. Почки покрыты
эпителием, а их центральная часть сформирована специализирован-
ными рецепторными клетками (Hossler, Merchant, 1983). Много-
численные, очень короткие и широкие рецепторные отростки послед-
них в виде венчика поднимаются над поверхностью эпителия
(рис. 11,6). На жаберных дугах почки довольно редки и распола-
гаются в виде двух симметричных рядов, идущих параллельно оси
дуги (рис. 11, б). Количество вкусовых почек на жаберных тычин-
ках велико, но в их распределении нет определенного порядка. Вку-
совые почки особенно многочисленны на тычинках 1-й и 2-й жабер-
ных дуг (Burleson, Milsom, 1993). Так, у фундулюса на коротких ме-
диальных тычинках насчитывается до 20, а на длинных латераль-
ных — до 40 этих рецепторных образований (Hossler et al., 1985).
26
По-видимому, такая локализация оптимальна для восприятия вкуса
пищи. На 3-й и особенно 4-й жаберных дугах количество вкусовых
почек заметно снижается, они могут соседствовать с жаберными ши-
пами (рис. 11, г).
2.2. Жаберные лепестки
Основные процессы дыхания, ионного обмена и экскреции мета-
болитов осуществляются в дистальном отделе жабр — жаберных
пластинках. Они образованы двумя полужабрами, включающими
множество жаберных лепестков и простирающимися от выпуклой
стороны 1—4-й жаберных дуг в постеролатеральном направлении
(рис. 6, а, б; 7, а, б). Лишь в псевдожабре с дугой ассоциирован
только один ряд лепестков.
Структурной единицей пластинки служит жаберный лепесток
(gill petal) (рис. 6, в; 12, а—в, см. вкл.). У пластиножаберных и хря-
щевых рыб лепестки соединены мощной межжаберной перегородкой
(septum), что придает им дополнительную устойчивость к току воды
(Hughes, 1984). У костистых рыб эта перегородка значительно реду-
цирована или отсутствует. Жаберные лепестки остаются свободными
и стыкуются только в нижней части, в зоне прикрепления к жабер-
ной дуге (рис. 12, б). В жаберных лепестках сосредоточены все фун-
кционально значимые структуры органа, включая мышечную, кро-
веносную и нервную системы. Основу жаберного лепестка составляет
филамент, или первичная ламелла (filament, primary lamella), кото-
рая поддерживает 2 ряда вторичных, или респираторных, ламелл
(secondary, respiratory lamellae) (рис. 6, в; 12, а, в). Филаменты
формируются в эмбриональный период развития, закладка происхо-
дит вначале в центральной части жаберной дуги, а затем в ее
дорсальном и вентральном участках; передний ряд появляется пер-
вым (Hughes, 1984).
Жаберные филаменты обладают достаточной жесткостью за счет
опорных структур: жаберного хрящевого луча, или стержня (gill
rod), и плотной базальной пластинки (basal lamina), содержащей
коллагеновые волокна (рис. 12, щ 13; 14; 15, а, б, см. вкл.). Устой-
чивость филаментов к току воды помимо опорных структур обеспе-
чивает и мышечная система (см. гл. 2.3).
Филаменты располагаются на жаберных дугах V-образно, так что
вода течет вдоль сторон «V» (рис. 13, 14). Концы филаментов сосед-
них жаберных дуг обычно соприкасаются, и вода проходит только
между жаберными лепестками. У активных пловцов, в частности у
представителей сем. Scombridae, концы филаментов сращиваются
между собой. Это предотвращает нарушение V-образной формы жа-
берных филаментов при скоростном токе воды и обеспечивает мак-
симальный газообмен (см.: Hughes, 1984).
Филаменты 1-й жаберной дуги длиннее, чем на 2—4-й дугах
(Kisie, Hughes, 1992). В отличие от жаберных тычинок филаменты
медиального ряда несколько короче, чем латерального (Hossler et al.,
1985; Матей, 1990а). Размеры филаментов зависят и от их локали-
27
Рис. 13. Схема движения воды и крови
в жабрах рыб (по: Wedemeyer et al.,
1976).
/ — хрящевой луч; 2 — жаберная ду-
га; 3 — респираторные ламеллы; 4 —
филамент, 5 — афферентная зона; 6 —
эфферентная артерия. Темные стрелки ука-
зывают направление тока крови, свет-
лые — направление движения воды.
Рис. 14. Схема строения жабр костистых
рыб (по: Morgan, Tovell, 1973).
/ — жаберная дуга; 2, 10 — эфферентная
жаберная артерия; 3 — афферентная мышца;
4 — жаберные тычинки; 5, 7 — аф-
ферентная жаберная артерия; 6 — абдук-
торная мышца; 8 — хрящ; 9 —
респираторные ламеллы; / / — филаменты.
зации на жаберной дуге: самые длинные располагаются в центре, в
дорсальном и вентральном направлении они постепенно уменьшают-
ся (рис. 6, а).
Число филаментов на жаберных дугах варьирует в зависимости
от возраста рыб и не является систематическим признаком. По на-
шим данным, у личинок окуня в возрасте 1 мес число филаментов
на 2-й жаберной дуге равно в среднем 23, у сеголеток оно колеблется
от 41 до 58, а у взрослых (5—7 лет) достигает 88—123.
Число филаментов определяется также видовой принадлежно-
стью и экологическими особенностями рыб. Сравнительный анализ
по этому признаку у молоди 6 видов пресноводных костистых рыб,
близких по линейно-массовым показателям, но различных по систе-
матической принадлежности и экологии, показал, что число фила-
ментов выше у оксифильных рыб, ведущих активный образ жизни
(табл. 1). Аналогичные данные были получены Хьюзом для взрос-
лых морских рыб (Hughes, 1984).
Та же закономерность прослеживается и в отношении длины фи-
ламентов. В центральном участке медиального ряда филаментов у
28
молоди лососевых филаменты значительно длиннее, чем у карповых,
а у окуневых и шуковых занимают промежуточное положение
(табл. 1).Такое распределение прямо коррелирует с показателями
двигательной активности и кислородной чувствительности этих рыб.
Эти данные подтверждают гипотезу Хьюза о зависимости между ло-
комоторными функциями, оксифильностью рыб и длиной жаберных
филаментов (см.: Hughes, 1984). Очевидно, увеличение количества
и линейных размеров филаментов можно рассматривать как идиоа-
даптацию, обеспечивающую активный образ жизни пелагических
рыб.
От основания до вершины дорсальной и вентральной поверхно-
стей филамента под углом 40—45° отходят респираторные, или вто-
ричные ламеллы (рис. 6, в; 12, а—в). Респираторная ламелла рас-
сматривается как основная структурная единица газообмена. Соглас-
но морфометрическим исследованиям, общая диффузионная емкость
жабр прямо пропорциональна числу респираторных ламелл и пло-
щади их поверхности (Hughes, 1984; Laurent, Hebibi, 1989; Kisie,
Hughes, 1992). Именно респираторные ламеллы многократно увели-
чивают общую площадь жаберных лепестков, за счет чего обмен ды-
хательных газов успешно осуществляется за очень короткое время
прохождения крови по ламеллам (около 1 с) (Hughes, 1984).
Ламеллы закладываются в эмбриональный период развития рыб
в виде поперечных складочек на филаментах, по направлению от ос-
нования к вершине. Их формирование продолжается в течение всего
периода роста рыб, а количество зависит не только от возраста и раз-
меров, но и от экологических характеристик животных (Hughes,
Таблица 1
Количество и длина (в мкм) филаментов и респираторных ламелл
(на 2-й жаберной дуге) в жабрах пресноводных костистых рыб
Вид рыбы Количество филаментов Длина филаментов Количество ламелл на 1 филамент Длина ламелл Количество исследован- ных рыб
Сем. карповые
карась 30.1 ±2.3 м- 250 3.6±0.3 П - 300 118.4±2.8 п - 250 0.48±0.1 П- 300 25
карп 34.2±2.6 п - 250 4.0±0.2 п - 300 110.0± 1.7 п - 250 0.49±0.1 п - 300 25
Сем. окуневые
окунь 48.9± 1.3 п - 250 4.9±0.2 fl - 300 160.0±4.5 п - 250 0.58±0.09 и - 300 25
Сем. щуковые
щука 54.3±0.2 д- 140 5.2±0.4 п - 300 170.0±3.1 п - 140 0.63±0.1 а - 300 7
Сем. лососевые
форель 60.4±2.1 п - 250 5.7± 1.3 п - 300 204.0±4.4 п - 250 0.74±0.1 п- 300 25
семга 64.3±2.8 п - 250 5.4± 1.5 п - 300 214.0±3.7 и - 250 0.76±0.08 и - 300 25
Примечание. Средняя масса рыб II —15 г, средняя длина 7—9 см, п — число
измерений.
29
1984). Так, у тунца, относящегося к группе активных пловцов, общее
число респираторных ламелл в жаберном аппарате превышает 5 млн
на 1 кг массы, тогда как у малоподвижных одноразмерных рыбы-
жабы и микроптеруса оно достигает всего 200—400 тыс. (Hughes,
1980). Корреляция между количеством респираторных ламелл и
локомоторной активностью отмечена нами и у пресноводных рыб
(табл. 1).
У Teleostei форма респираторных ламелл варьирует от треуголь-
ной или почти округлой в дистальных участках филаментов до тра-
пециевидной в проксимальной части (рис. 12, а). Такое распределе-
ние обеспечивает наилучшие гидродинамические характеристики ор-
гана (Hughes, 1984). Не только форма, но и размеры ламелл варьи-
руют в зависимости от их локализации. В центре филамента
ламеллы длиннее,чем на его вершине и в базальной части (рис. 6, а).
Так же как и филаменты, респираторные ламеллы смежных жабер-
ных лепестков несколько сдвинуты друг относительно друга, и это
способствует рассечению межламеллярных пространств на более
мелкие объемы (Hughes, 1984). У рыб с низкой двигательной актив-
ностью промежутки между смежными ламеллами значительно боль-
ше, чем у быстроплавающих. Длина респираторных ламелл у актив-
ных пловцов больше,чем у малоподвижных рыб (табл. 1).
Способность респираторных ламелл противостоять давлению по-
токов воды, проходящих через жабры, обеспечивается оригинальной
опорной структурой, включающей элементы кровеносной системы и
базальную пластинку. Основную нагрузку несут капилляры, опор-
ные свойства которых определяются развитием столбчатых клеток.
Столбчатые клетки (columnar cell) — специфическая структура,
впервые описанная еще в конце XIX в., выявляются у круглоротых
и рыб, но отсутствуют у высших позвоночных животных (Laurent,
1984). Перикарион клетки действительно напоминает столбик, кото-
рый, как скоба, поддерживает два противоположных слоя ламелляр-
ного эпителия (рис. 15, а). При этом широкие ламеллярные отростки
смежных столбчатых клеток «сшиваются» между собой, укрепляя ка-
пилляры с помощью пучков внутриклеточных микрофиламентов
(рис. 15, б). Последние напоминают микрофиламенты гладких мышц
кровеносных сосудов и содержат сократимые белки, сходные по сво-
им свойствам с актином и миозином (Bettex-Galland, Hughes, 1973).
Для костистых рыб характерно полигональное распределение столб-
чатых клеток (Dunel, Laurent, 1980; Farrell et al., 1980). Такая сис-
тема более эффективна для газообмена и придает большую устойчи-
вость респираторным ламеллам, чем при линейной локализации
столбчатых клеток.
Столбчатые клетки с наружной стороны взаимодействуют с ба-
зальной пластинкой, подстилающей тонкий ламеллярный эпителий
(рис. 15, а). Пластинка содержит плотно упакованные филаменты и
пронизана коллагеновыми фибриллами, глубоко проникающими в
клетку (Laurent, 1984). По-видимому, столбчатые клетки капилля-
ров совместно с базальной пластинкой образуют сократительную си-
стему, способную регулировать пространственную ориентацию ла-
30
меллы по отношению к филаменту, ее устойчивость к давлению воды
и микроциркуляцию крови, от которой зависит уровень газообмена
в жабрах.
функционирование жабр обеспечивается согласованной работой
трех важных систем организма: мышечной, нервной и кровеносной.
2.3. Мышечная и нервная системы
Основная функция мышечной системы — обеспечение подвижно-
сти жаберных дуг и лепестков, без чего дыхание рыб было бы невоз-
можным. Специализированная мускулатура жабр представлена
гладкими и поперечнополосатыми мышцами. Последние подразделя-
ются на отводящие — абдукторные и приводящие — аддукторные и
располагаются на жаберных дугах в основании лепестков (рис. 14).
Они координируют расхождение и сближение лепестков с движени-
ями жаберных крышек, сопровождающими вдох и выдох (Pasztor,
Kleerekoper, 1962).
Аддукторные мышцы по способу локализации делятся на 2 груп-
пы (Bijtel, 1949). Первая, описанная у Esox, Umbra, Ameirus, Gastero-
steus, Perea, характеризуется тем, что мышечные волокна прикреп-
ляются перекрестным способом к двум противоположно расположен-
ным филаментам. Во второй — у Tinea, Leuciscus, Cyprinus, Salrno
мышцы располагаются на сухожилии, идущем в продольном направ-
лении в межжаберной перегородке. Сокращение абдукторных мышц
вызывает петлеобразное движение лепестка по отношению к жабер-
ной дуге, а аддукторных — загибание концевых участков филамен-
тов, образующих полужабру (Hughes, 1984).
При сокращении поперечнополосатых мышц жаберная дуга, ске-
летная основа которой состоит из подвижно сочлененных компонен-
тов, изгибается. Ее медиальная вогнутость увеличивается, филамен-
ты расходятся, а жаберные тычинки сближаются. В этот момент меж-
ду лепестками проходит вода, и происходит газообмен. Одновремен-
но в проксимальной части жаберного аппарата осуществляется
фильтрация мелких пищевых частиц, поступающих вместе с водой
в жаберную полость через цедильное «сито». После расслабления жа-
берной мускулатуры орган возвращается к исходному положению.
Ритмичное сближение и разведение жаберных лепестков, по-види-
мому, приводит к изменению сопротивления водному потоку между
ротовой и жаберной полостями и, действуя как своеобразный «мяг-
кий клапан», способствует однонаправленному течению воды
(Кляшторин, 1982). При резком сокращении и расслаблении попе-
речнополосатых мышц, расположенных в основании жаберной дуги,
лепестки встряхиваются, освобождая свою поверхность от чужерод-
ных частиц. Сокращение и расслабление мышечных волокон конт-
ролируется нервной и гуморальной системами.
Гладкие мышцы жабр связаны с кровеносной системой органа
(рис. 8). Они располагаются над соединительнотканной базальной
пластинкой, и их сокращение или расслабление регулирует диаметр
кровеносных сосудов и соответственно общий тонус филаментов и
31
ламелл (Hughes, 1984; Laurent, 1984). Регуляция сокращения или
расслабления гладкомышечных волокон в основном достигается ком-
бинацией действия ряда гормонов, усиливающих прессорный или де-
прессорный эффекты. Повышение в крови уровня гормона, продуци-
руемого хромаффинной тканью, — адреналина (эпинефрина) или
ацетилхолина вызывает расслабление мышц и увеличение диаметра
сосудов (вазодилататорный эффект). Гормоны задней доли гипофи-
за — окситоцин и аргинин-вазотоцин регулируют сокращение глад-
кой мускулатуры и сужение сосудов (вазоконстрикторный эффект)
(см.: Smith, 1982).
Нервная система рыб детально описана Нильссоном (Nils-
son, 1984), обобщившим морфологические, физиологические и фар-
макологические данные более чем за 100 лет исследований. Анато-
мическое строение нервной системы костных рыб, и в,частности
Teleostei, представляется наиболее совершенным в филогенезе
Chordata.
У Teleostei из 11 пар черепно-мозговых нервов 3 иннервируют
жаберную зону: VII — лицевой (nervus facialis), IX — языкоглоточ-
ный (n. glossopharyngeus) и X — блуждающий (n. vagus) (рис. 16).
У челюстноротых языкоглоточный и блуждающий нервы сливаются,
образуя единый ствол, входящий в дорсальную часть жаберных дуг.
Лицевой, языкоглоточный и блуждающий нервы включают как сен-
сорные (афферентные), так и моторные (эфферентные) нервные во-
локна, однако сенсорные преобладают (De Kock, 1963).
В отличие от черепно-мозговых нервов, разделяющихся на 4
группы (соматосенсорную, соматомоторную, висцеросенсорную и
висцеромоторную), нервы, регулирующие работу жаберного аппара-
та, сочетают все эти функции. Они рассматриваются как часть спе-
циальной висцеромоторной системы организма (Nilsson, 1984).
Доля участия каждой пары нервов в регуляции функций жабр
различна (см.: Nilsson, 1984). Лицевой нерв (VII) иннервирует об-
ласть спиральной жаберной складки у костистых рыб, передний жа-
берный мешок у круглоротых и челюстные мышцы у челюстноротых.
Сенсорные волокна лицевого нерва иннервируют вкусовые почки на
поверхности жаберных дуг и у некоторых видов псевдожабру. Псев-
дожабра получает иннервацию и от нёбной ветви лицевого нерва
(Ladich, 1987). Волокна лицевых нервов, иннервирующие гладкие
мышцы артерий и капилляров жаберных лепестков, являются основ-
ными вазоконстрикторными компонентами, ответственными за су-
жение сосудов.
Основная нагрузка в работе нервной системы жабр костистых рыб
приходится на IX и X нервы: языкоглоточный нерв иннервирует 1-ю
жаберную дугу, а 2—4-я дуги находятся под контролем блуждающе-
го нерва. Языкоглоточный (IX) нерв костистых рыб не только обес-
печивает сенсорную и моторную иннервацию 1-й жаберной дуги, но
и служит основным сенсорным нервом псевдожабр у многих видов
Teleostei. До сих пор в составе этого нерва у костистых рыб не обна-
ружены парасимпатические нервные волокна, хотя у пластиножа-
берных их существование считается доказанным (см.: Nilsson, 1984).
32
13 12 11 10
Рис. 16. Схема строения нервной системы костистых рыб (по: Nilsson, 1984).
/ — I-й и 2-й спинные нервы; 2 — блуждающий (X) нерв; 3 — языкоглоточ-
ный (IX) нерв; 4 — лицевой (V) нерв; 5—8 — нервные ганглии; 9 — псевдо-
жабры; 10 — 1-я жаберная дуга; 11—13 — 2—4-я жаберные дуги.
Блуждающий (X) нерв содержит сенсорные и моторные нейрофиб-
риллы. Парасимпатические волокна этого нерва выявляются и в кро-
веносных сосудах костистых рыб.
Каждая жаберная дуга получает одну или две висцеромоторные
и столько же висцеросенсорных веток IX и X нервов (Hughes, 1984).
По мере прохождения их вдоль дуги происходит распределение нерв-
ных волокон к мышцам жаберных филаментов и тычинок (рис. 16).
Эфферентные волокна IX и X нервов регулируют состояние попе-
речнополосатой мускулатуры жабр и тем самым определяют рас-
положение жаберных тычинок и лепестков на дугах друг относи-
тельно друга. Афферентные волокна IX и X нервов, выявляющиеся
в зоне кровеносных сосудов филаментов, образуют плотную сеть,
особенно развитую вокруг мышечных сфинктеров артерий филамен-
тов (Dunel, Laurent, 1980). Языкоглоточный и блуждающий нервы
костистых рыб являются основными вазодилататорными нервами,
регулирующими увеличение просвета кровеносных сосудов жабер-
ных лепестков, и отвечают за осуществление рефлекторных процес-
сов, афферентным звеном которых являются баро-, хемо- и проприо-
рецепторы.
Проприорецепторы костистых рыб, расположенные на филамен-
тах и жаберных тычинках, регулируются эфферентными нервными
волокнами IX и X пар нервов. Предполагается, что эти рецепторы
участвуют в сокращении и расслаблении абдукторных и аддукторных
мышц (Nilsson, 1984). Барорецепторы, связанные с афферентными
волокнами IX и X нервов, присутствуют в стенках кровеносных со-
судов всех четырех жаберных дуг и псевдожабре, но их чувствитель-
ность к давлению крови на стенки сосудов уменьшается от 1-й к 4-й
3 В. Е. Матой 33
дуге. Они реагируют на повышение или понижение кровяного дав-
ления, так же как и на изменение уровня адреналина или катехола-
минов в крови рыб (Jones, Randall, 1978; Nilsson, 1984). Среди хемо-
рецепторов лучше всего изучены рецепторы, чувствительные к из-
менению напряжения дыхательных газов. Они связаны с афферент-
ными волокнами не только языкоглоточного и блуждающего, но и
лицевого нервов (рецепторы вкусовых почек). «Кислородные» рецеп-
торы располагаются на стенках кровеносных сосудов и на антеродор-
сальной поверхности передних пар жаберных дуг. Первые участвуют
в увеличении уровня вентиляции во время гипоксии и снижают этот
показатель при гипероксии, а раздражение вторых при гипоксии вы-
зывает брадикардию (см.: Nilsson, 1984).
Организация нервной системы жабр костистых рыб позволяет ей
регулировать различные аспекты их деятельности: от движений жа-
берных лепестков и тычинок до статуса кровеносной системы и фун-
кциональной площади поверхности органа.
2А. Кровеносная система
Основная концепция кровоснабжения жабр была сформулирована
Мюллером еще в середине XIX в. (Laurent, 1984). Тогда впервые
была высказана идея о разделении кровеносной системы жабр на
два самостоятельных отдела: артерио-артериальный, пронизываю-
щий респираторные ламеллы, и артерио-венозный, локализованный
в жаберных филаментах. Изучение организации кровеносной
системы жабр рыб завершилось блестящим исследованием Лора-
на (Laurent, 1984). Сочетая классические и современные методики,
включая и метод пластических слепков сосудов, он окончательно
доказал, что каждый из ее отделов связан с определенным участком
жаберного эпителия: артерио-артериальный с эпителием респира-
торных ламелл, а артерио-венозный — с эпителием филамента
(рис. 17).
Артерио-артериальная, или респираторная, кровеносная система
соединяет вентральную аорту с дорсальной через капилляры респи-
раторных ламелл. Она берет начало от афферентной жаберной арте-
рии и проходит через сеть капилляров в эфферентную артерию
(рис. 18). Артерия филамента подразделяется на две ветви: одна на-
правлена к вершине филамента и снабжает кровью среднюю и дис-
тальную, а вторая — его проксимальную часть.
От афферентной артерии филамента непосредственно отходят ко-
роткие артериальные сегменты — ламеллярные афферентные арте-
рии, снабжающие кровью обычно не более 3 ламелл (Laurent, 1984).
Далее кровь идет по хорошо развитой системе ламеллярных капил-
ляров, диаметр которых примерно равен диаметру эритроцитов.
Стенки капилляров снаружи укреплены столбчатыми клетками и
взаимодействуют с базальной пластинкой, а изнутри выстланы эн-
дотелием. В капиллярах респираторных ламелл происходит обмен га-
зовой кровь, обогащенная кислородом, поступает в эфферентную ар-
терию ламелл (рис. 17, 18). Ламеллы снабжены маргинальными
34
8
6
Рис. 17 Схематическая модель кровоснабжения жаберных лепестков костистых рыб
(по: Girard, Payan, 1980).
I — афферентная артерия филамента; 2 — артерио-венозный анастомоз; 3 —
центральный венозный синус; 4 — эфферентная артерия филамента; 5 — жа-
берный лепесток; 6 — респираторная ламелла; 7 — эпителий филамента; 8 — эпи-
телий респираторных ламелл.
J
Рис. 18. Схема сiроения кровеносной системы жабр костистых рыб (по:
Laurent, 1984).
1 — афферентая артерия; 2 — афферентная жаберная артерия; 3 — артерио-веноз-
ный анастомоз; 4 — жаберная вена; 5 — центральный венозный синус; 6 — эф-
ферентная аргерия; 7 — эфферентная жаберная артерия; 8 — сфинктер эфферент-
ной жаберной артерии; 9 — нерв; 10 — мышца; Н — хрящ; 12 — респи-
раторная ламелла.
3*
35
(краевыми) наружными сосудами, диаметр которых больше, чем та-
ковой столбчатых капилляров.
Эфферентные артерии ламелл короче афферентных и характери-
зуются развитием мощного сфинктера, расположенного вблизи их
контактов с эфферентными жаберными артериями (рис. 18). Сфинк-
тер снабжен хорошо развитыми мышцами, иннервируется множест-
вом холинергических нервных волокон и служит регулятором по-
ступления обогащенной кислородом крови в эфферентную артерию
жабр и далее в органы и ткани рыб (Dunel, Laurent, 1980; Laurent,
1984).
Артерио-венозная кровеносная система представляет собой слож-
ную комбинацию вен и синусов, которые возвращают кровь к сердцу
(Laurent, Dunel, 1980). Она включает три основных компонента:
1-й — афферентные (приносящие) жаберные артерии, дающие от-
ветвления в каждый жаберный лепесток; 2-й — собственно венозный
отдел, так называемый венозный синус, и 3-й — эфферентные (со-
бирающие) венозные сосуды. Такой тип организации артерио-веноз-
ной системы жабр присущ всем рыбам, за исключением двоякоды-
шащих (Laurent, 1984).
Кровь, идущая из сердца по жаберной артерии, поступает в каж-
дую жаберную дугу. От приносящей жаберной артерии в каждый жа-
берный лепесток отходит ветвь, идущая по внешнему краю лепестка
(рис. 17, 18). Пройдя через систему капилляров респираторных ла-
мелл (артерио-артериальная система), кровь попадает в выносящие
вены, связанные с венозным синусом. Оттуда она поступает в так
называемый «головной круг» кровообращения, далее в головную и
спинную аорты и разносится в органы и ткани рыб.
Наиболее важная часть артерио-венозной системы — централь-
ный венозный синус (рис. 17, 18). Его основная часть расположена
в центре филамента, вдоль всей длины последнего. Синус окаймлен
тонким эндотелием и отделяется от эпителия филамента базальной
пластинкой. Форма венозного синуса и способы его соединения с жа-
берными венами различны и определяются систематической принад-
лежностью рыб ( см.: Laurent, 1984).
Синусы собирают кровь, отправляя ее в жаберную вену, а отту-
да — в венозную систему циркуляции (рис. 17, 18). Центральный
венозный синус также связан с лимфатической системой жабр и рас-
сматривается как часть венолимфатической системы жабр (Farrell et
al., 1980).
Артерио-венозная система соотносится с артерио-артериальной
через короткие артерио-венозные анастомозы (рис. 17, 18). Они ок-
ружены более или менее тонким слоем гладких мышечных волокон,
связанных с базальной пластинкой и содержащих окончания нерв-
ных волокон (Laurent, 1984). У большинства костистых рыб анасто-
мозы отходят от эфферентной артерии. Кровь, текущая в анастомоз,
уже прошла через ламеллы и насыщена кислородом. Однако у неко-
торых видов рыб из сем. Siluridae, угря и форели, анастомозы выяв-
ляются не только на эфферентных, но и на афферентных артериях
филамента (Laurent, 1984). Во всех этих случаях число анастомозов
36
на афферентных артериях меньше, чем на эфферентных. За этим
небольшим исключением, анастомозы замыкают постламеллярную
кровеносную систему жабр костистых рыб. Тесная связь между цен-
тральным венозным синусом и окружающим его эпителием фила-
мента указывает на функциональные взаимоотношения между клет-
ками и венозным отделом системы. Вены, так же как и лимфатиче-
ские сосуды, собирают жидкость из эпителиального отдела жабр. Как
показано с помощью физиологических и цитологических исследова-
ний, обмен ионов между внешней средой и венозным синусом про-
исходит через хлоридные клетки эпителия филаментов (Girard,
Payan, 1980; Laurent, Dunel, 1980). Это позволяет рассматривать ве-
нозный отдел артерио-венозной системы как специализированный
участок для обмена ионов с внешней средой.
В кровеносной системе жабр рыб кровь движется в противополож-
ном направлении по отношению к воде, омывающей орган (рис. 13)
(Wedemeyer et al., 1976; Smith, 1982; Hughes, 1984). В респиратор-
ных ламеллах, где совершается обмен газов, кровь постоянно течет
в одном направлении, противоположном движению воды. Таким об-
разом, и в афферентных жаберных артериях на внутренней стороне
ламелл, и в эфферентных — на внешней, омываемой водой стороне,
образуется противоток. Его преимущество перед параллельным про-
током заключается в том, что в этом случае почти весь кислород,
содержащийся в воде, проходящей через жабры, может быть перене-
сен в кровь. Благодаря тому, что насыщенная кислородом вода, омы-
вающая лепестки, встречается с кровью, содержание кислорода в ко-
торой постоянно уменьшается, в жабрах поддерживается относитель-
но постоянный градиент диффузии 62. Если при параллельном токе
крови и воды в кровь попадает не более 50 % Ог, противоточный
механизм обеспечивает увеличение этого показателя до 80 %
(Wedemeyer et al., 1976). Таким образом, противоточная система об-
мена кислорода представляет собой высокоэффективный способ диф-
фузии газов, впервые появившийся в процессе эволюции у кругло-
ротых и рыб.
2.5. Заключение
Жабры костистых рыб представляют собой высокоспециализиро-
ванную анатомическую структуру. Появление у них хорошо раз-
витых подвижных жаберных крышек, являющихся элементами ды-
хательного насоса, сформировало новый, более эффективный по
сравнению с другими классами рыб способ дыхания. Это сыграло про-
грессивную роль и в развитии жаберного аппарата Teleostei по срав-
нению с круглоротыми или пластиножаберными, у которых крышки
отсутствуют, или хряшевыми рыбами, где они имеют более прими-
тивное строение. С появлением этой структуры, защищающей жа-
берные лепестки от прямого давления тока воды, межжаберные пе-
регородки редуцировались и лепестки стали свободными, со всех сто-
рон омываемыми водой.
37
Жабры костистых рыб дифференцируются на дистальный от-
дел — жаберные пластинки, образованные жаберными лепестками,
и проксимальный — основную опорную структуру — жаберную ду-
гу, несущую на своей поверхности жаберные тычинки. Последние
как компоненты «цедильного аппарата» представляют собой своеоб-
разное сито и снабжены дополнительными структурами — шипами.
Они задерживают мелкие кормовые организмы и получают преиму-
щественное развитие у рыб-планктофагов. Жаберные тычинки несут
на поверхности и рецепторные образования — вкусовые почки. Та-
ким образом, проксимальный отдел жаберного аппарата, принимая
участие в осуществлении дыхательных актов, включается и в реали-
зацию начальных этапов процессов питания и хеморецепции.
Дистальный отдел жаберного аппарата представлен жаберными
пластинками, образованными двумя полужабрами. Структурно-фун-
кциональной единицей пластинки является жаберный лепесток. Ана-
томическому разделению лепестка на основные несущие структу-
ры — филаменты и многочисленные респираторные ламеллы соот-
ветствует и четкая функциональная дифференциация: в первых осу-
ществляются процессы ионной регуляции, во вторых — газообмен.
Рассечение жаберных лепестков на более мелкие структурные еди-
ницы несомненно прогрессивно и в эволюционном плане. Если у
миксин жабры представлены лишь мешковидными образованиями, с
ограниченной площадью поверхности, лимитирующей диффузион-
ные и ионообменные способности органа, то у рыб перистое строение
жабр увеличивает их общую поверхность, повышая эффективность
обмена дыхательных газов и ионов.
Количество и линейные размеры филаментов и респираторных
ламелл — показатели, определяющие величину общей диффузион-
ной поверхности жабр. У рыб различных таксономических групп они
находятся в прямой зависимости от таких взаимосвязанных эколо-
гических характеристик, как потребность в О2 и двигательная актив-
ность. Регуляция функции жабр осуществляется комплексной рабо-
той мышечной, нервной и кровеносной систем.
Мышечная система в жабрах представлена гладкими и попереч-
нополосатыми мышцами. Они определяют взаимное расположение
жаберных крышек и филаментов при дыхании, изгибание жаберных
дуг, процессы рефлекторного «кашля», тонус сосудов и в конечном
итоге моторику дыхательного насоса. Нервная система контролирует
процессы перфузии в жабрах и, благодаря деятельности сенсорных
компонентов, получающих и проводящих информацию, регулирует
реакцию на изменение внешних и внутренних физиологических па-
раметров. Кровеносная система жабр отличается сложным строени-
ем, что связано с реализацией в едином органе столь различных фун-
кций, как обмен дыхательных газов, активный транспорт ионов и
экскреция метаболитов. В соответствии с этим у рыб впервые в фи-
логенезе водных животных эта система разделяется на два самосто-
ятельных отдела: артерио-артериальный, участвующий в респира-
торном обмене, и артерио-венозный, ответственный за ионную и ос-
мотическую регуляцию. Оптимизация этих процессов достигается за
38
счет создания у рыб противоточной системы, впервые в эволюции
низших позвоночных обеспечивающей наиболее результативный об-
мен между кровью и внешней средой.
Разделение жаберного лепестка на филамент и респираторные ла-
меллы не только четко сфокусировало основные функции жабр, свя-
зав с первыми ионный обмен, а со вторыми — дыхание. Оно обусло-
вило и разнокачественность эпителиев этих двух структурно и фун-
кционально различных отделов жабр рыб.
Глава 3
МОРФОФУНКЦИОНАЛЬНАЯ ОРГАНИЗАЦИЯ
ЖАБЕРНОГО ЭПИТЕЛИЯ РЫБ
В ЗАВИСИМОСТИ ОТ ИХ СИСТЕМАТИЧЕСКОЙ
ПРИНАДЛЕЖНОСТИ И ЭКОЛОГИИ
Развитие представлений о морфофункциональной организации
жаберного эпителия рыб тесно связано с историей вопроса об ион-
транспортирующих функциях этого органа. Первая, физиологиче-
ская, концепция была сформулирована Г. Смитом (Smith, 1929). Ус-
тановив, что некоторые костистые рыбы экскретируют аммоний и
мочевину через жабры, он выдвинул гипотезу о том, что этот орган
является основным местом экстраренальной экскреции электроли-
тов.
Вторая, структурная, концепция объединила физиологические и
морфологические доказательства активного транспорта ионов через
жабры. Она базировалась на данных Кейса и Виллмера, обнаружив-
ших, что поглощение катионов и экскреция хлоридов происходит в
специализированных хлоридсекретирующих клетках жаберного эпи-
телия (Keys, 1931; Keys, Willmer, 1932). Эти работы, имевшие боль-
шой резонанс в научном мире, стимулировали развитие исследова-
ний экстраренальной ионной регуляции (см. обзоры: Berridge,
Oschman, 1972; Краюшкина, 1974; Laurent, 1984; Матей, 1986а). Они
завершились созданием новой комплексной морфофизиологической
концепции о наличии в жабрах рыб 2 специализированных типов
эпителия, каждый из которых связан с определенным участком кро-
веносной системы и контролируется нервной и гуморальной система-
ми (Laurent, Dunel, 1980).
Многочисленные морфологические исследования показали, что
два типа жаберного эпителия различны не только по васкуляриза-
ции, но и по клеточному составу и ультратонкой организации
(Morgan, Tovell, 1973; Laurent, Dunel, 1980; Laurent, 1984; Матей,
1986a, 1990a). Согласно этим данным, в настоящее время в жаберном
эпителии выделяются два отдела: эпителий филамента (первичный)
и ламеллярный (вторичный) эпителий. В соответствии с основными
выполняемыми функциями первый классифицируется как осморегу-
ляторный, второй — как респираторный эпителий (Laurent, 1984).
39
3.1. Эпителий филамента
Эпителий филамента покрывает все первичные ламеллы и повер-
хность жаберных дуг, снабжается кровью из артерио-венозной сис-
темы жабр и непосредственно связан с венозным синусом (Laurent,
Dunel, 1980). Заключенный между смежными респираторными
ламеллами участок классифицируется как межламеллярный, или
вставочный,эпителий (Conte, 1969) (рис. 19). Он окружен крове-
носными сосудами артерио-артериальной кровеносной системы
жабр, принадлежащими респираторным ламеллам (рис. 17). Дол-
гое время вставочный эпителий был основным объектом внимания
исследователей, так как считалось, что только в нем сосредоточе-
ны клетки, ответственные за обмен ионов в жабрах рыб. Впослед-
ствии ионтранспортирующие клетки были обнаружены и в других
Рис. 19. Схема строения жаберного эпителия костистых рыб (по: Матей, 1990а)
/ — эпителий филамента; 2 — респираторный эпителий; J — капилляр; 4 — ба-
зальная пластинка* 5 — респираторная клетка; 6 — хлоридная клетка; 7 — слизи-
стая клетка; 8 — палочковая клетка; 9 — недифференцированная клетка.
40
областях эпителия филамента (Laurent, 1984; Hossler et al., 1985;
Franklin, 1990).
В настоящее время в эпителии филамента четко выявляют аффе-
рентную и эфферентную зоны (Laurent, 1984) (рис. 12, а). Поверх-
ность эфферентной зоны образована преимущественно респиратор-
ными клетками, тогда как афферентная зона включает и другие типы
клеток: хлоридные, слизистые, палочковые. Морфометрия жабр по-
казала, что площадь афферентной зоны эпителия филамента в 2 раза
больше, чем эфферентной (Karlsson, 1983).
Эпителий филамента организован как типичный многослойный
пласт с хорошо выраженной вертикальной анизоморфностью. Эта
сложная тканевая система включает базальный слой недифференци-
рованных клеток, один или несколько промежуточных слоев диффе-
ренцирующихся молодых клеток и поверхностный слой полностью
сформированных клеток различных типов, непосредственно контак-
тирующих с внешней средой (рис. 12, б; 19; 20, а, б, см. вкл.). Сред-
нее количество эпителиальных клеток варьирует в зависимости от
вида и возраста рыб: у 2-годовалой радужной форели, например, оно
составляет 218х 10°± 12х 10° клеток на 1.5 г массы жаберного фила-
мента (Part et al., 1993). Эпителиальная ткань подстилается плотной
базальной пластинкой толщиной около 50 нм, которая, интегрируя
различные ткани (эпителиальную, интерстициальную, эндотелиаль-
ную), объединяет их в единую органную систему (Гербильский,
1980).
Количество клеточных слоев, формирующих эпителий филамен-
та, и его высота зависят от экологии рыб. Морфометрия жабр молоди
6 видов костистых рыб, близких по линейно-массовым характеристи-
кам (см. гл. 2.2), позволила установить, что эти показатели для цен-
тральных участков филаментов 2 жаберных дуг максимальны у ма-
лоподвижных (карповых) и минимальны у активных (лососевых)
рыб (табл. 2).
Чем больше высота эпителия филамента, тем меньше свободная
поверхность респираторных ламелл, контактирующая с внешней сре-
дой. Исходя из этого, увеличение высоты эпителия филамента может
рассматриваться как фактор, лимитирующий уровень газообмена в
жабрах рыб.
Эпителий филамента у всех рыб образован одними и теми же ти-
пами клеток, однако их процентное соотношение определяется эко-
логией рыб. Долгое время в его состав включали 4 основных типа
клеток: респираторные, слизистые, хлоридные и недифференциро-
ванные (Conte, 1969). В начале 80-х годов был описан новый, 5-й
тип — нейроэпителиальные клетки (Dunel-Erb et al., 1982). Мы от-
носим к числу клеточных элементов эпителия филамента и 6-й
тип — палочковые клетки, описанные к настоящему времени у мно-
гих пресноводных рыб (см.: Матей, 19866, 1990а). Все эти различные
по структуре и функции клетки, взаимодействуя между собой с по-
мощью специализированных межклеточных соединений, образуют
единый эпителиальный пласт и прямо или косвенно принимают уча-
стие в процессах ионной регуляции и дыхания в жабрах рыб.
41
Таблица 2
Морфометрические характеристики жаберного эпителия пресноводных рыб
Вид рыбы Эпителий филамента Респираторный эпителий
высота, мкм число клеточных слоев высота, мкм количество исследован- ных рыб число измерений
Карп 28.2± 1.2 6-8 3.2±0.5 20 200
Карась 24.1 ± 1.5 6—7 3.8±0.4 20 200
Окунь 17.6±0.8 4—5 1.9±0.5 20 200
Щука 16.3±0.6 4—6 1.6±0.2 7 140
Семга 14.8±0.4 3—4 1.2±0.3 15 150
Форель 14.6±0.3 3—4 1.4±0.2 15 150
Примечание. За высоту эпителия филамента и респираторных ламелл принималась
длина перпендикуляра, опущенного из высшей точки соответствующего участка эпителия
на базальную пластинку.
3.1.1. Респираторные клетки
Респираторные клетки (respiratory, pavement, squamous, ridged
epithelial cells) — наиболее многочисленные элементы жаберного
эпителия рыб. Они выстилают до 95 % поверхности жаберных лепе-
стков (Goss et al., 1992; Part et al., 1993), покрывают жаберную дугу
и поверхность тычинок (рис. 8, а, б). Респираторные клетки в эпи-
телии филамента составляют от 80 до 90 % от общего количества
дифференцированных клеток; их число зависит от видовой принад-
лежности и экологических особенностей рыб (Матей, 1990а).
Респираторные клетки не только покрывают большую часть по-
верхности эпителия филамента, но и содержатся в его промежуточ-
ных слоях (рис. 19; 20, а, б). Их форма варьирует в зависимости от
локализации в эпителии: от цилиндрической или кубической в его
основании до полигональной, удлиненной, листообразной на повер-
хности (рис. 20, а). Диаметры респираторных клеток обычно варьи-
руют от 3 до 10 мкм (Laurent, 1984; Матей, 1990а).
Общая структура респираторных клеток пресноводных рыб раз-
личных систематических и экологических групп чрезвычайно сход-
на. Большая часть их занята центральным или слегка ацентричным
ядром, содержащим одно или два компактных ядрышка и небольшие
скопления гетерохроматина по периферии кариоплазмы (рис. 21, а,
б, см. вкл.). Форма ядер чрезвычайно разнообразна и не зависит от
общей конфигурации респираторных клеток. Обычно на фронталь-
ных срезах ядра имеют неправильные очертания, ядерная оболочка
может образовывать глубокие инвагинации (Матей, 1990а).
Цитоплазма респираторных клеток насыщена рибосомами, содер-
жит плоские цистерны гранулярного эндоплазматического ретикулу-
ма, множество везикул и немногочисленные митохондрии со светлым
42
матриксом и пластинчатыми кристами, не имеющие определенной
локализации в клетке (рис. 21, а, б), В перинуклеарной зоне клетки
выявляются комплексы Гольджи, продуцирующие темные везикулы,
содержащие полисахаридный материал (рис. 21, в). Поверхность
клеток покрыта хорошо развитым гликокаликсом, содержащим раз-
ветвленные полисахаридные компоненты (рис. 21, а, в). Предпола-
гается, что последние связаны между собой кальциевыми мостиками
(Sardet et al., 1979; Pisam et al., 1980). В апикальной зоне респира-
торных клеток располагаются пучки длинных микрофиламентов, па-
раллельных поверхности клетки, и короткие микрофиламенты, об-
разующие терминальную сеть (рис. 21, г). Это элементы цитоскеле-
та, функция которого состоит в обеспечении механической прочно-
сти наружной мембраны и регуляции объема респираторной клетки
при изменении параметров внешней среды. При исследовании плаз-
малеммы респираторных клеток с помощью метода замораживания-
скалывания обнаружено присутствие выпуклых частиц на Р-повер-
хности и углублений на Е-поверхности, расположенных достаточно
произвольно (Sardet et al., 1979). Плотность и характер распределе-
ния внутримембранных частиц не зависят от систематической при-
надлежности и экологических характеристик рыб.
Применение методов сканирующей электронной микроскопии по-
зволило выявить замечательную особенность ультраструктуры ре-
спираторных клеток жабр рыб: присутствие на их поверхности мно-
жества микрогребней (Olson, Fromm, 1973; Hossler et al.,1979, 1985;
Hughes, 1979, 1984; Dunel, Laurent, 1980; Laurent, 1984; Матей,
1990a). Они выявляются на всех фазах жизненного цикла рыб — от
только что выклюнувшихся личинок до взрослых особей. Прекрасно
развитая система поверхностных микрогребней в респираторных
клетках обнаруживается уже в 10—12-суточной культуре тканей
жабр рыб (Part et al., 1993).
Микрогребни, представляющие собой складки апикальной кле-
точной мембраны, укреплены изнутри элементами цитоскелета. Они
формируют более или менее сложный рельеф поверхности, за счет
которого увеличивается площадь контакта клетки с внешней средой.
Респираторные клетки жабр не уникальны в этом отношении: гре-
бенчатая микроструктура поверхности свойственна клеткам других
эпителиев низших позвоночных — кожи, обонятельной выстилки,
кишечника, оперкулума и т. д. (Brown, Wellings, 1970; Fox, 1977;
Hossler et al., 1979, 1985; Fishelson, 1984; Гдовский, Ружинская,
1988). Ультраструктура рельефов поверхности клеток эпителия из
различных органов и тканей рыб одного вида идентична.
Материалы собственных исследований и литературные данные
позволили мне прийти к выводу о видоспецифичности рельефа по-
верхности респираторных клеток. Сложность организации наружных
микрогребней зависит не только от таксономического положения, но
и от экологических особенностей рыб.
Рассмотрим архитектонику поверхности респираторных клеток у
рыб 14 видов — представителей 6 семейств, относящихся к 3 различ-
ным экологическим группам (табл. 3). Первая объединяет малопод-
43
вижных рыб с низкой чувствительностью к кислороду; вторая — рыб
с умеренной двигательной активностью и кислородными потребно-
стями и третья — пелагических рыб — активных пловцов, с высокой
чувствительностью к недостатку О2. Мы попытались количественно
оценить площадь поверхности микрогребней у всех исследованных
рыб. Для этого на изображение поверхности респираторной клетки
(12x15 см), полученное с помощью сканирующего электронного
микроскопа при увеличении 7000, накладывалась сетка, состоящая
из 154 квадратов (1x1 см). Суммарное количество пересечений гра-
ниц микрогребней со сторонами квадратов сетки служило критерием
оценки площади поверхности микрогребней респираторных клеток.
К типичным малоподвижным рыбам, ведущим в основном при-
донный образ жизни, относятся сомовые (Siluridae) и некоторые виды
карповых (Cyprinidae).
Сом обыкновенный Silurus glanis, двигательная активность кото-
рого чрезвычайно низка, обладает наиболее примитивным типом ор-
ганизации наружного рельефа респираторных клеток. Он напомина-
ет лабиринт, образованный несколькими параллельными неразветв-
ленными узкими (до 0.1 мкм) микрогребнями, разделенными пло-
скими и широкими (до 0.8 мкм) микрожелобками (рис. 22, а, см.
вкл.).
Среди карповых рыб нами были исследованы виды с низкой дви-
гательной активностью: карп (Cyprinus carpid) и карась (Carassius
carassius), несколько более подвижные лещ (Abramis brama) и синец
(A.ballerus), умеренно реофильная плотва (Rutilus rutilus), способная
обитать в быстрых потоках воды, и хищники и хорошие пловцы —
язь (Leuciscus idus) и красноперка (Scardinius erythrophtalmus). Уль-
траструктура поверхности респираторных клеток у всех перечислен-
Таблица 3
Увеличение поверхности респираторных клеток жабр за счет микрогребней
(в расчете на условную единицу площади)
Вид рыбы Поверхность микро греб- ней, в усл. ед. Число измере- ний Вид рыбы Поверхность микрогреб- ней, в усл. ед. Число измере- ний
Сем. сомовые Сем. окуневые
сом 37.2±2.2 45 окунь 113.9±4.4 50
Сем. карповые судак 117.6±5.8 45
карп 69.5±3.8 50 Сем. щуковые
карась 75.3±2.5 50 щука 120.1 ±7.9 45
лещ 80.4±4.8 50 Сем. угревые
синец 83.1±3.2 40 угорь 173.4±6.6 45
плотва 85.7±3.3 50 Сем. лососевые
язь 111.1 ±4.6 45 семга 179.2±8.1 50
красноперка 139.7±6.3 45 форель радужная 185.7±7.5 45
44
ных выше видов имеет определенное сходство, но обладает и отли-
чительными особенностями, связанными с экологией рыб.
Общая черта поверхности респираторных клеток всех карпо-
вых — очень высокие гребни, ограничивающие клетки, имеющие
гекса- или реже пентагональную формы (рис. 22, б, г). Иногда между
смежными клетками выявляются короткие узкие микромостики
(рис. 22, в). Рельеф поверхности клеток у всех исследованных
Cyprinidae напоминает лабиринт с достаточно хорошо выраженной
центральной частью, представленной самыми короткими микрогреб-
нями (рис. 22, б, г, д).
У карповых с низкой и умеренной двигательной активностью
микрогребней гораздо больше, чем у сома. Они широкие (0.15—
0.2 мкм), слабо разветвленные, их длина варьирует от 3—8 мкм у
карася и карпа до 11 мкм у плотвы (рис. 22, б—г). Гребни разделены
микрожелобками, ширина которых не превышает 0.6 мкм. У карпо-
вых увеличение наружной поверхности респираторных клеток за
счет развития микрогребней возрастает по мере повышения их дви-
гательной активности. У леща, синца и плотвы эти показатели до-
стоверно выше, чем у карпа, и относятся к таковым у сома как 2:1
(табл. 3).
Топография поверхности респираторных клеток у язя и красно-
перки характеризуется высокой плотностью распределения микро-
гребней. Лабиринтная система может иметь один или несколько цен-
тров, длинные микрогребни образуют сложные завитки (рис. 22, д).
Такая сложная система обеспечивает значительное увеличение по-
верхности респираторных клеток, необходимое для поддержания ин-
тенсивного газообмена у этих высокоактивных видов рыб (табл. 3).
Так, даже в пределах одного семейства существует корреляция меж-
ду структурой поверхности респираторных клеток и экологией рыб.
У окуневых (Percidae) — ярко выраженных оксифилов, ведущих
подвижный образ жизни, рельеф поверхности респираторных клеток
достаточно сложен. У окуня (Perea fluviatilis) и судака (Stizostedion
lucioperca) границы респираторных клеток выражены не так четко,
как у карповых, а очень длинные, слабо разветвленные микрогребни
часто располагаются параллельными рядами (рис. 23, а, см. вкл.).
Многочисленные широкие (0.3—0.4 мкм) и высокие микрогребни
разделены узкими (0.15—0.2 мкм) желобками. Увеличение общей
площади клеток, контактирующей с внешней средой, за счет этих
поверхностных структур весьма значительно (табл. 3).
Наиболее сложно организована поверхность респираторных кле-
ток рыб с высокой двигательной активностью и хищников-засадчи-
ков. Примером этого может служить архитектоника клеток рыб —
представителей сем. лососевых (Salmonidae) — ручьевой форели
(Salmo trutta m. Fario) и семги (Salmo salar), щуковых (Esocidae) —
щуки (Esox lucius) и угревых (Anguillidae) — угря (Anguilla anguilla)
в период миграции, когда они способны преодолевать большие рас-
стояния по воде, а в случае необходимости перемещаться по суше.
Рисунок микрогребней на поверхности респираторных клеток у этих
рыб различен, но есть общие черты, обусловленные сходством их об-
45
раза жизни. Это — отсутствие единого длинного гребня, как бы опо-
ясывающего клетку, чрезвычайная разветвленность микрогребней,
придающая поверхности клеток вид пчелиных сот, обилие очень тон-
ких микромостиков между смежными микрогребнями (рис. 23, б—г).
У всех исследованных рыб широкие (0.3—0.5 мкм) и высокие (не ме-
нее 0.3 мкм) микрогребни разделены очень узкими микрожелобками
(до 0.1 мкм). Такие особенности строения обеспечивают существен-
ный прирост площади клеток у активных рыб по сравнению с мало-
подвижными. Соотношение этих показателей у лососевых и сомовых
рыб составляет 5:1 (табл. 3).
Организация поверхности респираторных клеток у костистых рыб
несколько варьирует в зависимости от их локализации в жаберном
эпителии. У клеток, расположенных в межламеллярных участках
эпителия филамента, где поток воды наиболее интенсивный, микро-
гребни несколько короче, особенно в центральной части. Микрогреб-
ни клеток эфферентной зоны длиннее, чем афферентной.
Микрогребни респираторных клеток представляют собой поли-
функциональные структуры. Наиболее важная функция их состоит
в увеличении поверхности клеток и за счет этого диффузионной по-
верхности жабр. Таким образом, возрастание площади обмена газов
между внутренней и внешней средой в жабрах рыб происходит не
только на макро- (Hughes, 1980, 1984; Кляшторин, 1982), но и на
микроуровне. Образование на поверхности эпителиальных клеток
системы микрогребней, степень развития которой определяется эко-
логическими особенностями и систематическим положением рыб,
может рассматриваться как морфологическая адаптация, за счет ко-
торой обеспечиваются общие потребности организма в кислороде.
Микрогребни служат резервом для увеличения объема клетки при
различных функциональных нагрузках. При постепенном растяже-
нии плазмалеммы в результате клеточной гипертрофии они укора-
чиваются и частично редуцируются. Это позволяет клетке сохранить
свою целостность даже при значительном увеличении объема (Ма-
тей, 1990а; Goss et al., 1992).
Еще одна функция микрогребней заключается в поддержании на
поверхности жабр слоя слизи, выполняющей защитные функции и
участвующей в процессах осморегуляции (Marshall, 1978; Laurent,
1984; Hossler et al., 1985). Неразрешенным до конца остается вопрос
о влиянии рельефа поверхности респираторных клеток на гидроди-
намику водных потоков, омывающих жабры. Предполагалось, что
микрогребни определяют их турбулентность на границе раздела сред
(Hughes, 1979). В дальнейшем было установлено, что микрожелобки
на поверхности респираторных клеток в большей или меньшей сте-
пени заполнены слизью, из-за чего наружный рельеф кажется сгла-
женным, а потоки воды могут быть ламинарными (Hughes, 1984).
Респираторные клетки обладают коротким генерационным цик-
лом. Авторадиографические исследования показали, что время диф-
ференцировки таких клеток у эвригалинной гуппи, адаптированной
к пресной воде, и стеногалинного пресноводного окуня составляет
24 ч (Chretien, Pisam, 1986; Матей, Харазова, 1993). До настоящего
46
времени нет доказательств гормональной регуляции размножения
респираторных клеток в жаберном эпителии рыб. Скорость репро-
дукции респираторных клеток жабр костистых рыб не зависит от из-
менения солености или уровня pH воды (Tondeur, Sargent, 1979;
Chretien, Pisam, 1986; Матей, Харазова, 1993). В разрушении клеток
после завершения их жизненного цикла участвуют лизосомы, в зна-
чительном количестве накапливающиеся в апикальной зоне цито-
плазмы (рис. 21, в).
Основная функция респираторных клеток состоит в обмене дыха-
тельных газов. Через обширную поверхность апикальной мембраны
этих клеток у морских и пресноводных рыб происходит пассивная
диффузия Ог и СО2. Вместе с тем существует гипотеза об участии
респираторных клеток жабр пресноводных рыб не только в газооб-
мене, но и сорбции Na+ из воды (Girard, Payan, 1980; Payan et al.,
1984; Battram et al., 1989; Goss et al., 1992, 1994). Она представляется
достаточно спорной главным образом из-за несоответствия ультра-
структурных характеристик этих клеток их предполагаемым ион-
транспортирующим функциям (Laurent et al., 1985; Perry, Wood,
1985; Avella et al., 1987; Avella, Bornancin, 1990; Lin, Randall, 1991).
Действительно, респираторные клетки бедны митохондриями, обес-
печивающими высокий энергетический уровень процессов транспор-
та ионов против электрохимического градиента концентрации (Ма-
тей, 1990а; Lin, Randall, 1991; Goss et al., 1992; Part et al., 1993). В
них очень низка или вообще отсутствует активность АТФазного
транспортного комплекса, представляющего молекулярную основу
ионных насосов (Sargent et al., 1975; Mayer-Gostan et al., 1983;
Conley, Mallatt, 1988). По-видимому, возможность участия респира-
торных клеток жаберного эпителия пресноводных рыб в процессах
обмена ионов в настоящее время не может считаться доказанной.
3.1,2. Хлоридные клетки
Направленный перенос ионов — экскреция в соленой воде или
сорбция в пресной — осуществляется с помощью специализирован-
ных ионтранспортирующих клеток жаберного эпителия (см. гл. 1).
Впервые описанные Кейсом и Виллмером (Keys, Willmer, 1932) как
«хлоридсекретирующие» клетки (chloride secreting cell), они в конце
40-х годов были названы «хлоридными» клетками (chloride cells)
(Copeland, 1948).
Ведущая роль хлоридных клеток в процессах активного транспор-
та ионов, уникальность их ультраструктуры и высокие адаптацион-
ные возможности стимулировали интерес к изучению этих ком-
понентов жаберного эпителия рыб. Существенный прогресс был до-
стигнут за последние 20—25 лет, с появлением более совершенных
физиологических, цитологических, авторадиографических и биохи-
мических методов исследования. Были не только подтверждены, но
и уточнены и дополнены первоначальные представления (Smith,
1929; Krogh, 1939) о существовании в хлоридных клетках пресновод-
ных рыб независимых механизмов обмена Na+ на Н+ и NH4 и СГ
47
на HCOJ, исследованы процессы экскреции через них аммония и ор-
ганических молекул (Maetz, Garcia-Romeu, 1964; Kerstelter, Keeler,
1976; Maetz et al., 1976; Heisler, 1984; Evans, 1987; Avella. Bornancin,
1989; Lin, Randall, 1991; Goss et al., 1992, 1994). Были получены
новые доказательства участия этих клеток у пресноводных рыб в ак-
тивном транспорте Са24, Mg2 + , К+ (Payan et al., 1981; Flik et al.,
1985; Laurent et al., 1985; Perry, Wood, 1985; Виноградов, Комов,
1987; Ishihara, Mugiya, 1987; Flik, Perry, 1988, 1989; Flik et al.,
1993b). Результаты первого этапа исследований хлоридных клеток
жабр были обобщены в нескольких крупных обзорных работах
(Conte, 1969; Berridge, Oschman, 1972; Краюшкина, 1974; Матей,
1986а) и в материалах симпозиума, посвященного памяти Жана
Мэтца — одного из пионеров изучения процессов ионного транспор-
та у низших позвоночных (Amer. J. Physiol., 1980).
Хлоридные клетки составляют 7—10 % от общего числа клеток
эпителия филамента пресноводных костистых рыб; у морских и эв-
ригалинных рыб, адаптированных к соленой воде, это соотношение
увеличивается в 2—3 раза (Laurent, Dunel, 1980; Chretien, Pisam,
1986; Матей, 1986a, 1990a). Количество хлоридных клеток в эпите-
лии жабр не зависит от линейно-массовых характеристик рыб, но мо-
жет быть связано с их полом (Jagoe, Haines, 1990).
Хлоридные клетки локализуются преимущественно в межламел-
лярных участках афферентной зоны эпителия филамента, но неко-
торое количество их обнаруживается и в эфферентной зоне. Обычно
у пресноводных рыб между двумя смежными респираторными ламел-
лами выявляется не более 4—5 хлоридных клеток. Ббльшая часть их
располагается в центральном участке межламеллярного эпителия, и
лишь немногие локализуются у основания респираторных ламелл
(рис. 19).
В настоящее время в жаберном эпителии пресноводной гуппи бы-
ли выделены два типа хлоридных клеток (Pisam et al., 1987; Franklin,
Davison, 1989). Первый — cz-клетки, расположенные на границе эпи-
телия филамента и респираторных ламелл, удлиненные, светлые, с
плоской поверхностью, контактируют с артерио-артериальной кро-
веносной системой. Второй —/2-клетки, овоидные, кубические или
цилиндрические, более плотные, с инвагинированной апикальной
мембраной, образующей микровилли, взаимодействуют с артерио-
венозной кровеносной системой жабр. Иногда расположение /2-кле-
ток таково, что, с одной стороны, они взаимодействуют со столбча-
тыми капиллярами респираторных ламелл, а с другой — с артериями
филаментов (Hwang, 1988). Это свидетельствует о возможности вза-
имодействия ионтранспортирующей клетки с обеими системами цир-
куляции крови в жабрах рыб. В любом случае хлоридные клетки бла-
годаря своей локализации в эпителии связаны как с внешней, так и
с внутренней средой организма. Это делает возможным транспорт
ионов из воды в клетку и из клетки в кровь.
Основным типом ионтранспортирующих клеток у пресноводных
или адаптированных к пресной воде эвригалинных костистых рыб яв-
48
Рис. 24. Схематическое изображение хлоридных клеток (а, б) и жаберного эпителия
(в, г) костистой рыбы, адаптированной к пресной (пв) и морской (мв) воде (по: Sar-
det, 1980).
а — одиночная хлоридная клетка (/) контактирует с респираторными клетками (2) с
помощью глубокого плотного слабопроницаемого соединения (3), такой же контакт соединяет
смежные респираторные клетки; б — хлоридный комплекс, образованный зрелыми (4)
и дополнительными (5) хлоридными клетками, контакты мелкие, высокопрокицаемые,
между добавочными и респираторными — проницаемые (3); в, г — распределение ионтранс-
портирующих клеток.
ляются хлоридные клетки эпителия филамента, идентифицирован-
ные как /?-тип. Хлоридные u-клетки принадлежат респираторному
эпителию, и подробное описание их ультраструктуры будет дано в
разделе 3.2.
Светооптические исследования показывают, что хлоридные /?-
клетки (в среднем 10x7 мкм) ацидофильные, со смещенным в ба-
зальную часть округлым ядром, в центре которого располагается
компактное ядрышко (рис. 12, о). У пресноводных (рис. 19; 20, а, б)
или адаптированных к пресной воде (рис. 24, а, в) костистых рыб
они окружены респираторными, слизистыми или палочковыми клет-
4 В. Е. Матей
49
ками. У морских и эвригалинных рыб, адаптированных к соленой
воде, хлоридные клетки многочисленны и образуют так называемые
хлоридные комплексы, в которых помимо основных //-хлоридных
клеток выявляются дополнительные (accessory) клетки (рис. 24, б,
г). Отростки зрелых хлоридных и дополнительных клеток перепле-
таются между собой, взаимодействуя с помощью коротких, проница-
емых для ионов плотных контактов (рис. 24, б), специфика строения
и функциональная значимость которых описаны в гл. 3.1.7.
Согласно данным физиологических исследований, хлоридная
клетка жабр пресноводных рыб представляет собой типичную «фун
кционально асимметричную клетку, являющуюся структурной осно-
вой любого осморегулирующего органа» (Наточин, 1984, с. 12). Че-
рез апикальную мембрану происходит непрерывное поступление
ионов в клетку, а через базолатеральные — постоянное выведение
их, т. е., с одной стороны, в клетке сосредоточены ионные каналы,
а с другой — ионные насосы (рис. 25). Основные черты ультратонкой
организации — обилие митохондрий, наличие развитых внутрикле-
точных мембранных систем, асимметрия наружной плазматической
мембраны — подтверждают ионтранспортирующую функцию этих
клеток (рис. 26; 27, см. вкл.).
Насыщенность хлоридных клеток митохондриями — одна из на-
иболее значимых характеристик для ионтранспортирующих элемен-
тов любой ткани или органа. Известно, что уровень энергетического
обмена тканей или клеток находится в прямой зависимости от кон-
центрации в них митохондрий (Озернюк, 1978). Следовательно, ме-
ханизмы активного транспорта ионов против градиента концентра-
ции, требующие значительных затрат энергии, могут локализоваться
только в клетках, насыщенных этими органоидами.
Рис. 25. Схема асимметричной клетки, транспортирующей ионы (по: Наточин, 1982)
/ — митохондрия; 2 — ионный насос; J — ионный канал.
50
Рис. 26. Схема строения хлоридной клетки жаберного эпителия пресноводных
костистых рыб (по: Матей, 1986а).
/ — ми тоэюнлрия; 2 — тубулярный рггикулум; 3 — микровезикулы; 4 — грануляр-
ный эндоплазматический ретикулум; 5 — комплекс Гольджи; 6 — ядро; 7 — гликока-
ликс; 8 — апикальная ямка.
У пресноводных рыб количество митохондрий в хлоридной клетке
на единицу площади в 5—7 раз выше, чем в респираторной клетке;
у рыб, адаптированных к соленой воде, это соотношение удваивается
(Матей, 1986а). Митохондрии локализуются во всех зонах хлоридной
клетки за исключением узкого участка цитоплазмы, непосредствен-
но прилежащего к апикальной клеточной мембране, и вблизи комп-
лексов Гольджи (рис. 26; 27). Концентрация митохондрий пре-
имущественно в апикальной зоне клетки свидетельствует о высокой
функциональной активности последней. Митохондрии удлиненные,
палочковидные или гантелеобразные, с хорошо развитыми пластин-
чатыми кристами и интенсивно осмирующимся матриксом (рис. 28,
а, б, см. вкл.). Он не содержит электронно-плотных гранул, прису-
щих митохондриям рыб, адаптированных к соленой воде.
Насыщенность хлоридных клеток митохондриями определяет вы-
сокую активность в них сукцинатдегидрогсназы (СДГ) — одного из
ключевых ферментов цикла Кребса, используемого как маркер ми-
тохондрий (Kerstetter, Kirschner, 1974; Solomon et al., 1975). Актив-
ность СДГ максимальна у рыб, обитающих в соленой воде, и мини-
4*
51
мальна — в пресной (Наточин, Крестинская, 1961; Shirai, 1972;
Sargent et al., 1975; Матей, Комов, 1983; Langdon, Thorpe, 1984,
Conley, Mallatt, 1988). У пресноводных рыб меньшая концентрация
митохондрий в хлоридных клетках коррелирует со снижением уров-
ня синтеза АТФ и, как следствие, с более низким энергетическим
потенциалом ткани по сравнению с таковым у рыб из соленой воды.
Он достаточен для поглощения ионов жабрами пресноводных рыб
против градиента концентрации, так как этот процесс значительно
менее энергоемкий, чем экскреция солей у видов, адаптированных к
соленой воде (Epstein et al., 1975; Karnaky et al., 1976a).
Внутриклеточная мембранная система хлоридных клеток пресно-
водных рыб, как и морских, включает 3 независимых компонента:
тубулярный ретикулум, тубуло-везикулярную систему и грануляр-
ный эндоплазматический ретикулум (Pisam, 1981) (рис. 26).
Тубулярный ретикулум (TP) (tubular reticulum, tubular net) —
уникальная структура, непосредственно связанная с транспортом
ионов. Его асимметричные мембраны являются продолжением базо-
латеральной плазмалеммы и несут на своей поверхности частицы —
субъединицы Na+, К+-АТФазного комплекса (Karnaky et al., 1976b;
Kirschner, 1977; Philpott, 1980; Sardet, 1980; Laurent, 1984). Этот
фермент, обнаруживающий высокую активность в хлоридных клет-
ках, представляет собой молекулярную основу одной из наиболее
древних и широко распространенных мембранных помп — натрие-
вого насоса (Bornancin, De Renzis, 1972; Sargent et al., 1975; Karnaky
et al., 1976a, 1976b; Kirschner, 1980; Philpott, 1980). Прослеживается
прямая корреляция между интенсивностью развития ТР и возраста-
нием активности Na+, К + -АТФазы в хлоридных клетках (Lubin et
al., 1989).
Благодаря деятельности мембранных помп происходит концент-
рирование Na+ и СГ в составе полианионного содержимого тубуляр-
ного ретикулума, что создает градиент концентрации этих ионов в
просвете тубул (Petrik, 1968; Shirai, 1972; Potts, 1977). С ТР связана
и высокая активность Са24 -АТФазы, поставляющей энергию для пе-
ремещения Са2+ из внешней среды в организм рыб против градиента
концентрации (Flik et al., 1985).
Тубулярный ретикулум имеет вид трехмерной разветвленной се-
ти, образованной повторяющимися анастомозированными структур-
ными единицами — тубулами (рис. 28, а—г). Тубу ла представляет
собой цилиндр диаметром 40—60 нм и длиной 50—200 нм, заполнен-
ный содержимым большей электронной плотности, чем матрикс ци-
топлазмы, но меньшей, чем везикулы, продуцируемые комплексами
Гольджи (рис. 28, а—г; 29, а, см. вкл.). Последнее позволяет отли-
чить поперечно порезанные тубулы ретикулума от темных микропу-
зырьков.
В трансмиссионном электронном микроскопе отчетливо просле-
живается непрерывность базолатеральной мембраны хлоридной
клетки и мембран ТР (рис. 28, г). Контрастирующие вещества —
хлористый лантан и 5-тригидрофенилэтиламин — способны в тече-
52
ние 10—15 мин проникать в тубулы ретикулума. Это возможно лишь
в том случае, если их просветы представляют продолжение межкле-
точных пространств. За счет развития тубулярной системы много-
кратно увеличивается поверхность плазмалеммы, контактирующей
с экстрацеллюлярной средой (см.: Матей, 1986а).
У пресноводных рыб тубулярная сеть с широкими нерегулярными
ячейками пронизывает всю цитоплазму хлоридных клеток за исклю-
чением узкой зоны, принадлежащей к апикальной мембране клетки
и области комплексов Гольджи (рис. 27; 29, а—в). ТР у лососевых,
пресноводных колюшек и окуневых развит в большей степени, чем
у карповых рыб, что, вероятно, обусловлено более высоким уровнем
процессов обмена ионов. В хлоридных клетках пресноводных рыб ТР
взаимодействует с наружной ядерной мембраной, цистернами грану-
лярного ретикулума и митохондриями (рис. 28, а—в). Последнее
особенно важно, так как такие тесные контакты позволяют обеспе-
чить перенос молекул АТФ, синтезируемой в митохондриях, в ион-
ные насосы, локализованные на мембранах тубулярной сети.
У пресноводных и адаптированных к пресной воде рыб активность
№+,К -АТФазного транспортного комплекса в жабрах в 2—5 раз
ниже, чем у солоноводных рыб (Kirschner, 1980; Houston, Mearow,
1982). Это коррелирует с меньшей объемной плотностью ТР в хло-
ридных клетках пресноводных рыб и соответственно с меньшим сум-
марным количеством сайтов На+,К + -АТФазы на мембранах ретику-
лума. Известно, что скорость и величина потока ионов, которые экс-
кретируются из жабр рыб в соленой воде, значительно выше, чем при
сорбции в пресной (Epstein et al., 1975; Karnaky et al., 1976a, 1976b).
Возможно, одной из причин, определяющих эти различия у пресновод-
ных и морских рыб, является разная степень развития у них ТР.
Вторая мембранная система хлоридных клеток — тубуло-везику-
лярная (ТВС) имеет четкую локализацию и располагается между
апикальным участком плазмалеммы и разветвленными трубочками
тубулярного ретикулума (рис. 26; 27; 28, а, в). Через ТВС у пресно-
водных рыб транспортируются органические молекулы и полисаха-
ридные материалы, а у морских и адаптированных к соленой воде —
еще и одновалентные ионы (Masoni, Garcia-Romeu, 1972; Sardet et
al., 1979; Pisam et al., 1980, 1983; Bradley, 1981; Pisam, 1981).
У всех костистых рыб ТВС образована многочисленными микро-
пузырьками и короткими сегментами изогнутых тубул без анастомо-
зов, между которыми локализуются отдельные или собранные в пуч-
ки микрофиламенты — компоненты цитоскелета хлоридных клеток
(рис. 29, а—в; 30, а, б, см. вкл.). Среди пресноводных рыб она мак-
симально выражена у лососевых и довольно слабо развита у карпо-
вых (Матей, 1990а).
Качественный состав компонентов ТВС зависит от экологии рыб.
У пресноводных превалируют микропузырьки, представленные пре-
имущественно гладкой (uncoated) формой — секреторными везику-
лами (Pisam et al., 1980, 1983) (рис. 29, а—в). Они служат морфо-
логической базой для транспорта полисахаридного материала, син-
тезируемого в комплексах Гольджи (Philpott, 1968; Sardet et al.,
53
1979; Pisam etal., 1980, 1983; Bradley, 1981). Секреторные везикулы
мигрируют в апикальную зону клетки и вступают во взаимодействие
с плазмалеммой (рис. 29, а, б). Прямых доказательств экзоцитоза до
сих пор не удалось получить, но с помощью 3Н-глюкозамина уста-
новлена идентичность полисахаридного материала в секреторных ве-
зикулах и на поверхности хлоридных клеток (Pisam et al., 1980;
Pisam, 1981). Аналогичные картины наблюдаются и в хлоридных
клетках рыб из соленой воды (Masoni, Garcia-Romeu, 1972; Sardet et
al., 1979; Pisam etal., 1980, 1983). Локализация секреторных везикул
у рыб из гипо- и гипертонической среды одинаковая, но у последних
они более многочисленны. Время, необходимое для достижения сек-
реторными везикулами апикальной мембраны, у пресноводных рыб
составляет 24, а у морских — 12 ч (Pisam et al., 1980).
Основное различие ТВС морских и пресноводных рыб состоит в
том, что у последних она практически не содержит окаймленных
(coated) везикул, отпочковывающихся от концевых участков тубу-
лярной сети (Bradley, 1981; Pisam, 1981). Считается, что везикулы
этого типа участвуют в экскреции ионов из жаберного эпителия рыб,
адаптированных к соленой воде или живущих там постоянно, и иг-
рают роль «челноков», транспортирующих Na+ и СГ к апикальной
мембране клетки (Bradley, 1981). Вероятно, этим объясняется отсут-
ствие в хлоридных клетках пресноводных рыб, у которых механизмы
трансцеллюлярного транспорта ионов развиты довольно слабо, окай-
мленных микропузырьков.
Третья мембранная система хлоридной клетки — гранулярный
эндоплазматический ретикулум (ГЭР). У пресноводных рыб его уп-
лощенные цистерны располагаются преимущественно в околоядер-
ной зоне цитоплазмы (рис. 26; 27). Степень развития ГЭР в хлорид-
ных клетках пресноводных рыб в норме невелика, но число его ци-
стерн возрастает при функциональных нагрузках, вызванных изме-
нением физико-химических параметров внешней среды (Матей,
1983, 1986в; Матей, Харазова, 1983; Pisam et al., 1987).
Характерная особенность наружных мембран хлоридных клеток,
отличающая их от эпителиальных клеток других типов, — функци-
ональная и структурная асимметрия. В отличие от базолатеральных
мембран, несущих ионные насосы, апикальная мембрана хлоридной
клетки, равно как и любой другой, активно транспортирующей ионы,
содержит Na-каналы (Berridge, Oschman, 1972; Sardet, 1980; Нато-
чин, 1982, 1984). Их количество и функциональное состояние конт-
ролируется альдостероном и антидиуретическим гормоном нейроги-
пофиза (Lewis, 1983). В апикальной плазмалемме хлоридных клеток
пресноводных рыб локализуются и Са-каналы, деятельность которых
регулируется станиокальцином (Flik et al., 1985, 1993b).
Различия в ультратонкой организации различных участков на-
ружных мембран хлоридных клеток выявляются с помощью метода
замораживания-скалывания. Если базолатеральная плазмалемма со-
держит регулярно повторяющиеся, объединенные в сложные комп-
лексы частицы на Е- и P-поверхностях, то для апикальной характер-
но произвольное распределение большого числа частиц на внутрен-
54
ней стороне (Sardet, 1980). Предполагается, что здесь сосредоточены
протонные насосы (Lin, Randall, 1991), но неизвестно, существует
ли взаимосвязь между ними и выпуклыми частицами на Р-повсрх-
ности клетки.
Апикальная мембрана хлоридной //-клетки значительно утол-
щена из-за наличия тонкого слоя подлежащих электронно-плотных
мелких гранул и хорошо выраженного гликокаликса, максимальная
высота которого достигает 0.1 мкм (рис. 29, б, в; 30, а). По нашим
данным, он максимально развит у лососевых рыб; у карповых, оку-
невых, колюшковых «опушенность» апикальной мембраны выражена
в меньшей степени (рис. 27; 30, а).
В состав гликокаликса входят интегральные белки плазмалеммы
и их разветвленные углеводные компоненты, имеющие полисаха-
ридную природу и соединенные кальциевыми мостиками (Pisam
et al., 1980, 1983). Гликокаликс плохо выражен в молодых хлорид-
ных клетках пресноводных рыб. Это связывается с недостаточным
развитием в них ТВС, поставляющей полисахаридный материал для
формирования гликокаликса (Marshall, 1978; Pisam et al., 1980,
1983).
Гликокаликс участвует в обеспечении механической прочности
плазмалеммы и, благодаря гидрофильным свойствам, в регуляции
проницаемости клеток для воды. Отрицательный заряд позволяет
ему играть роль ионной «ловушки». Она способствует локальному
повышению концентрации катионов на поверхности хлоридных
клеток, облегчая реализацию ими ионтранспортирующих функций
(Threadgold, 1976; Marshall, 1978; Матей, 1986а).
Утолщенная апикальная мембрана хлоридных //-клеток образует
углубление — апикальную ямку (apical pit, apical crypt). Долгое
время считалось, что апикальные ямки присущи только хлоридным
клеткам рыб, адаптированных к соленой воде (Berridge, Oschman,
1972; Краюшкина, 1974; Karnaky et al., 1976a), но затем они бы-
ли обнаружены и у пресноводных видов (Doyle, 1977; Kikuchi, 1977;
Potts, 1977; Hossler et al., 1979, 1985; Jagoe, Haines, 1983; Laurent,
1984; Leino et al., 1987a; Матей, 1990a). Предполагается, что наличие
апикальной ямки связано с жесткостью и кислотностью воды (см.
гл. 4 и 5). Структура апикальной ямки зависит от тоничности сре-
ды: у рыб, живущих в соленой воде, она сформирована несколькими
смежными хлоридными и дополнительными клетками, у пресно-
водных видов принадлежит одиночным хлоридным клеткам
(Maetz, Bornancin, 1975; Hossler, 1980; Karnaky, 1980; Sardet, 1980)
(рис. 24). Форма апикальной ямки варьирует от треугольной до ок-
руглой и полигональной (рис. 30, в, г). Апикальный участок плазма-
леммы хлоридной клетки образует иррегулярные складки — микро-
вилли, короткие и широкие в неглубоких ямках и узкие и длинные
в углубленных (рис. 30. а—г). Увеличивая площадь обмена между
внутренней и внешней средой, это способствует повышению ион-
транспортирующего потенциала клетки.
В полости апикальной ямки и на поверхности микровилли содер-
жится слизь — аморфный материал полисахаридной природы, посту-
55
пающий из тубуло-везикулярной системы и частично из слизистых
клеток эпителия филамента (Potts, 1977; Marshall, 1978, 1985; Pisam
et al., 1980, 1983; Flik et al., 1985). Она не только играет защитную
роль, но и служит ионообменником, что особенно актуально для ос-
морегуляции у пресноводных рыб. Слизь представляет собой суб-
страт для концентрации катионов, в частности Na+ и Са2 + , в узкой
зоне непосредственного обмена между клеткой и внешней средой
(Marshall, 1978; Flik et al., 1985; Flik, Perry, 1988; Zaccone et al.,
1992). Это способствует созданию здесь особой микросреды, богатой
катионами, и облегчает активное поглощение их хлоридными клет-
ками.
Типичные хлоридные клетки /2-типа, которые классифицируются
как «зрелые», или «светлые», ионтранспортирующие элементы эпи-
телия филамента (Morgan, Tovell, 1973), располагаются в его наруж-
ных слоях. В промежуточных участках эпителия филамента, иногда
непосредственно над слоем недифференцированных клеток, обнару-
живаются «темные» (dark) (Morgan, Tovell, 1973), или «плотные»
(dense) (Morrison, 1979), клетки, не вступающие в контакт со зрелы-
ми формами (рис. 31, а, см. вкл.). Этим они принципиально отлича-
ются от дополнительных клеток, обязательно связанных со зрелой
хлоридной клеткой (Laurent, Dunel, 1980; Sardet, 1980; Chretien,
Pisam, 1986). «Темные» («плотные») клетки сохраняют основные
ультраструктурные характеристики, присущие хлоридным клеткам
/2-типа, но их цитоплазма обладает большей электронной плотно-
стью, а тубуло-везикулярная система менее развита (рис. 31, б)
(Morrison, 1979; Матей, 1986а). Вероятно, они представляют собой
различные стадии дифференцировки хлоридных клеток. Созревая,
они мигрируют к поверхности и замещают старые дегенерирующие
хлоридные клетки в наружном слое эпителия филамента (Chretien,
Pisam, 1986).
У рыб из пресной и соленой воды генерационный цикл хлоридных
клеток более длительный, чем респираторных, и составляет 4—5 сут
(Chretien, Pisam, 1986; Матей, Харазова, 1993). Их дифференциров-
ка стимулируется основным кортикостероидным гормоном рыб —
кортизолом, играющим важную роль в осморегуляции этих живот-
ных (Forrest et al., 1973; Foskett et al., 1981, 1983; Richman, Zaugg,
1987; Laurent, Perry, 1990). Подробно механизмы регуляции размно-
жения хлоридных клеток описаны в гл. 3.1.5.
3.1.3. С ли зи ст ые клеш к и
Слизистые (бокаловидные) клетки (mucous cells) — важный ком-
понент жаберного эпителия пресноводных рыб. Их число зависит от
видовой принадлежности и экологии рыб. У ведущих придонный об-
раз жизни карповых и сомовых они составляют около 15 % от общего
числа клеток эпителия филамента, у бентофагов (угревые) — 12—
13, а у пелагических лососевых и окуневых, преимущественно план-
ктофагов, всего 6—8 %. У пресноводных или адаптированных к пре-
сной воде рыб содержание слизистых клеток выше, чем у морских
56
иди адаптированных к соленой воде (Das, Srivastava, 1978; Zaccone,
1981; Laurent, 1984).
Слизистые клетки, имеющие сродство к альциановому синему,
представляют собой типичные экзокринные одноклеточные железы.
Они концентрируются на вершинах жаберных филаментов, преиму-
щественно в их межламеллярных участках, в эпителии жаберных
дуг, но отсутствуют на поверхности тычинок и респираторных ла-
мелл (Матей, 1990а; Handy, Eddy, 1991b). Слизистые клетки обычно
окружены респираторными, но в межламеллярной зоне могут грани-
чить и с хлоридными (рис. 20, а, б). Их форма и размеры варьируют
в зависимости от локализации в жаберном эпителии, функциональ-
ной активности и фазы секреторного цикла.
Среди слизистых клеток эпителия жабр выделяются молодые
формы на начальных этапах секретообразования, клетки в стадии
накопления секрета и клетки в фазе выделения секреторных продук-
тов.
Молодые слизистые клетки, располагающиеся на границе с не-
дифференцированными элементами эпителия, имеют округлую фор-
му, а их диаметр обычно не превышает 7 мкм. В базальной части
клетки локализуются ядро и короткие каналы ГЭР, а в перинукле-
арной — один или несколько хорошо развитых комплексов Гольджи
(рис. 32, а, б, см. вкл.). Апикальная зона клетки содержит гранулы
секрета, однородные по своей структуре и степени зрелости (рис. 32,
а) или находящиеся на разных этапах формирования: от мелких
электронно-плотных до зрелых, крупных, заполненных аморфным
содержимым (рис. 32, б).
Слизистые клетки в фазе накопления секрета крупные и имеют
вытянутую форму (8x10 мкм). Располагаясь в промежуточных сло-
ях эпителия, они могут достигать поверхности эпителия, но не вы-
ходят на нее, так как прикрыты сверху тонкими отростками эпите-
лиальных клеток (рис. 33, а, б, см. вкл.). На этой фазе развития
слизистые клетки содержат развитый ГЭР, полукольцом охватыва-
ющий ядро, смещенное в базальную часть клетки, и хорошо выра-
женный, четко поляризованный крупный комплекс Гольджи
(рис. 33, б, в). От краевых участков его расширенных диктиосом от-
шнуровываются вакуоли с электронно-плотным материалом — пер-
вичные секреторные гранулы (рис. 33, в). По мере удаления от дик-
тиосом они увеличиваются в размерах, преобразуются в округлые
секреторные гранулы и перемещаются в центральную, а затем и в
апикальную часть клетки, постепенно заполняя всю цитоплазму.
Зрелые слизистые клетки, способные к выведению секрета, рас-
полагаются на поверхности эпителия филамента. Их классическая
бокаловидная форма (рис. 34, а—в, см. вкл.) и структура аналогичны
таковым слизистых клеток кишечных и кожных эпителиев (Kapoor
et al., 1975; Zuchelkowski et al., 1985). По мере накопления гранул
секрета органоиды слизистой клетки смещаются в узкий перифери-
ческий слой цитоплазмы в основании бокала, а ядро приобретает
серповидную форму (рис. 34, в). Гранулы секрета по размерам и
плотности содержимого подразделяются на три типа (Дедов, 1975).
57
I тип — наиболее крупные (до 1 мкм в диаметре) гранулы, окружен-
ные унитарной мембраной и содержащие волокнистый аморфный ма-
териал, самые многочисленные в зрелых слизистых клетках. Гранул
II типа в клетках меньше, они более мелкие (до 0.6—0.7 мкм) и со-
держат плотный мелкогранулярный материал (рис. 33, б; 34, в).
Мелкие гранулы III типа (0.2 мкм) заполнены интенсивно осмирую-
щимся плотным содержимым и расположены преимущественно в
апикальной зоне клетки (рис. 33, б; 34, в). Возможно, их содержимое
обладает лизирующими свойствами (Дедов, 1975).
По мере созревания слизистые клетки увеличиваются в объеме и
постепенно раздвигают покрывающие их респираторные клетки. В
результате образуется слизистая, или секреторная, пора, которая у
некоторых видов рыб (карповые, лососевые) может быть окружена
цитоплазматическим «валиком» (рис. 35, а, см. вкл.). Через это от-
верстие происходит выведение секреторных гранул на поверхность
жаберного эпителия. Экструзия секрета осуществляется по мерокри-
новому типу. После того как размеры апикальных выпячиваний ци-
топлазмы, содержащих гранулы секрета, достигают максимальных
значений, противоположные участки плазмалеммы сближаются, и в
этой зоне клетки возникает перетяжка (рис. 35, б). Она становится
все уже, и образовавшийся пузырек отрывается от клетки, не нару-
шая целостности плазмалеммы (рис. 35, в, г). Затем мембраны, ог-
раничивающие гранулы секрета, разрушаются, и их содержимое в
виде пленки слизи растекается по поверхности жабр. Апикальная
часть слизистой клетки вновь переполняется гранулами, и акт сек-
реции слизи повторяется.
Дифференциация слизистых клеток в эпителии жабр костистых
рыб контролируется пролактином — гормоном аденогипофиза, игра-
ющим ведущую роль в адаптации рыб к пресноводному образу жизни
(Bern, 1975; Marshall, 1976, 1978; Clarke, Bern, 1980; Ogasawara, Hi-
rano, 1984; Hirano el al., 1987; Wendelaar Bonga et al., 1990b). Счи-
тается, что слизистые клетки обладают достаточно длинным генера-
ционным циклом, но точная скорость их созревания до сих пор не-
известна.
В конце 70-х—начале 80-х годов существовала гипотеза о воз-
можности трансформации слизистых клеток в хлоридные при соле-
ностных адаптациях (Narasimham, Parvatheswarao, 1974; Das, Srivas-
tava, 1978; Zaccone, 1981). Эти данные, полученные с помощью
методов световой микроскопии, не получили подтверждения в элек-
тронно-микроскопических исследованиях (Laurent, 1984; Матей,
1986в,1987а,1988). В настоящее время известно, что основные прин-
ципы организации и функционирования хлоридных и слизистых кле-
ток различны и их пролиферация стимулируется гормонами-антаго-
нистами. В свете гипотезы МакКиннона и Энеско (MacKinnon, Enes-
со, 1980) о том, что хлоридные и слизистые клетки берут начало от
разных стволовых клеток, возможность их взаимного перехода ста-
новится еще менее вероятной.
Слизистые клетки жаберного эпителия рыб полифункциональны.
Их защитные функции известны достаточно давно. Секрет слизи-
58
стых клеток играет роль механического субстрата, задерживающего
взвешенные в воде твердые инородные частицы. Это особенно акту-
ально для бентосных и бентосоядных рыб и хорошо коррелирует с
большим процентом слизистых клеток в жабрах сомовых, карповых
и угревых рыб по сравнению с окуневыми, лососевыми и щуковыми
(Матей, 1990а). Слизь предохраняет эпителий от слущивания и, за-
полняя микрожелобки на поверхности респираторных клеток, участ-
вует в модуляции турбулентности потоков воды, омывающих жабры
(Hughes, 1984). Слизь содержит антитела против бактериальных ан-
тигенов, протеолитические ферменты и лицозим (Hjelmeland et al.,
1983; Peleteiro, Richards, 1988). Это обусловливает ее бактерицид-
ную активность (Iger, Abraham, 1990), препятствуя проникновению
инфекции в организм рыб (Marshall, 1976, 1978; Mattey et al., 1979;
Leino, McCormic, 1984).
Слизистые клетки принимают косвенное участие в процессах ды-
хания, ионной и осмотической регуляции, что определяется физико-
химическими свойствами продуцируемого ими секрета. Слизь пред-
ставляет собой вязкий, эластичный, нерастворимый в воде глико-
протеиновый раствор, обладающий свойствами геля (Verdugo, 1990).
Основными компонентами этой полианионной субстанции являются
нейтральные и кислые мукополисахариды (Mattey et al., 1979; Zu-
chelkowski et al., 1985). Последние представлены сиало- и сульфому-
цинами, причем гликопротеины — производные сиаловой кислоты
преобладают (Eddy, Fraser, 1982; Zuchelkowski et al., 1985). Благо-
даря этому слизистое покрытие жаберного эпителия заряжено отри-
цательно, что способствует высокой концентрации в нем физиологи-
чески важных катионов Na+, Са2 + , Mg2 + , К+ (Petrik, 1968; Kirschner,
1977; Marshall, 1978; Wendelaar Bonga, 1978; Randall, Daxboeck,
1984; Flik et al., 1985; Zaccone et al., 1992). Слизь, покрывающая
жабры рыб, обладает большим сродством к Са2 + , чем к Na+ (Mar-
shall, 1978). Это обусловлено присутствием в ней калбиндина —
белка, обладающего специфической способностью связывать Са2 +
(Chartier, 1973; Zaccone et al., 1992). Это свойство слизи определяет
низкую проницаемость эпителия жабр для ионов, что является не-
обходимым условием существования рыб в пресной воде (Marshall,
1978; Hunn, 1985; Evans, 1987).
Образование на поверхности жабр, особенно в области апикаль-
ных ямок хлоридных клеток, насыщенной катионами микросреды
важно для пресноводных рыб, обитающих в воде с дефицитом ионов
(Marshall, 1978; Flik et al., 1985; Flik, Perry, 1988). Предполагается,
что интенсивность работы ионных насосов хлоридных клеток нахо-
дится в прямой зависимости от толщины слоя слизи, распределения
в ней заряженных групп и электрохимического равновесия внутри
слоя (Shepard, 1982). Это один из наиболее существенных аспек-
тов участия слизистых клеток в процессах ионной регуляции. Обна-
ружение в слизи карбоангидразы позволяет предположить ее уча-
стие и в экскреции аммония (Wright et al., 1986, 1989). Вероятно,
слизь участвует и в формировании гликокаликса, дающего положи-
тельную реакцию на калбиндин и особенно интенсивно развитого
59
над хлоридными клетками (Threadgold, 1976; Marshall, 1978; Flik et
al., 1985).
Защитная роль слизи обусловлена способностью анионных суль-
фатных и карбоксилатных групп входящих в ее состав кислых саха-
ров связывать не только Na+, К+ или Са2 + , но и катионы металлов:
Hg2+, Cd2+, Zn2 + , Al3+ (Part, Lock, 1983; Reid et al., 1991). За счет
этого происходит частичная детоксикация солей тяжелых металлов
на границе внутренней и внешней среды организма рыб.
Слизь играет важную роль в дыхании рыб, в особенности в экс-
креции СО2. Это связано с высокой активностью содержащейся в ней
карбоангидразы, одна из функций которой состоит в облегчении это-
го процесса путем увеличения диффузионного градиента РСо2 между
кровью и внешней средой (Dimberg et al., 1981; Randall, Daxboeck,
1984; Rahim et al., 1988; Wright et al., 1989). С другой стороны, уве-
личение толщины слоя слизи на поверхности жабр угнетает диф-
фузию О2 через жаберный эпителий (Marshall, 1978; Ultsch, Gross,
1979; Randall, Daxboeck, 1984). Это весьма актуально для рыб, оби
тающих в загрязненных водоемах, где эпителий жабр насыщен ак-
тивно функционирующими слизистыми клетками.
3.1.4. Палочковые клетки
Палочковые клетки (rodlet cells) у пресноводных и морских кос-
тистых рыб выявлены в эпителии кишечника, жабр и псевдожабр,
кожи, обонятельного органа, собирательных канальцев почек, круп-
ных кровеносных сосудов (Leino, 1974, 1982; Morrison, Odense, 1978;
Mayberry et al., 1979; Матей, 19866, 1990a; Балабанова, Матей, 1987;
Iger, Abraham, 1990). Они также обнаруживаются в поджелудочной
железе, подслизистой оболочке печени, соединительной ткани (May-
berry et al., 1979). В жабрах костистых рыб палочковые клетки вы-
являются в межламеллярной зоне эпителия филамента, у основания
вторичных ламелл (рис. 19; 36, а, см. вкл.). Количество этих клеток
варьирует в зависимости от вида рыб и ионного состава воды (Матей,
19866).
Дискуссия о происхождении и функции палочковых клеток, для-
щаяся около 90 лет, завершилась созданием альтернативных гипотез.
Согласно первой, клетки представляют собой экзогенные паразити-
ческие простейшие — кокцидии, относящиеся к типу Apicomple-
ха, —Rhabdospora thelohani (Laguesse, 1906; Bannister, 1966; Mouri-
cr, 1970; Mayberry et al., 1979; Bielek, Vichberger, 1983). По второй —
они являются интегральными компонентами эпителиальных тканей
рыб и обладают секреторной функцией (Plehn, 1906; Bullock, 1963;
Бахтин, Филюшина, 1974; Leino, 1974, 1982; Desser, Lester, J975;
Morrison, Odense, 1978; Mattey et al., 1979; Матей, 1984, 19866; Bar-
ber, Westermann, 1986; Iger, Abraham, 1990). Изучение цикла раз-
вития и особенностей ультраструктуры палочковых клеток кости-
стых рыб подтверждает гипотезу о том, что они не относятся к па-
60
разитическим простейшим и сходство между ними носит лишь внеш-
ний характер.
Исследование палочковых клеток в жаберном эпителии большой
группы пресноводных костистых рыб с помощью трансмиссионной
электронной микроскопии позволило нам выделить 5 стадий их раз-
вития: 1-я — незрелые, 2-я, 3-я — развивающиеся, 4-я — зрелые,
5-я — секретирующие клетки (Матей, 19866).
1-я стадия. Овальные (7x9 мкм) или округлые (8.5 мкм в диа-
метре) клетки лежат в основании эпителия филамента, в слое не-
дифференцированных элементов. Ультраструктура их типична для
малодифференцированных клеток, от которых они отличаются лишь
наличием в области ГЭР мелких неравномерно окрашенных везикул
с электронно-плотными включениями — первичных палочковых
гранул (рис. 36, б). Фибриллярная оболочка клетки еще не выраже-
на, но на периферии цитоплазмы, под плазмалеммой отчетливо
выявляются отдельные тонкие и короткие микрофибриллы и множе-
ство рибосом. Это соответствует так называемой «доокаймленной»
клетке, описанной в эндотелии бульбарной артерии рыб (Flood et al.,
1975).
2-я стадия. Клетки занимают промежуточное положение между
незрелыми и зрелыми формами и соответствуют стадии развиваю-
щихся «полуокаймленных» палочковых клеток из различных эпите-
лиальных тканей рыб (Leino, 1974; Desser, Lester, 1975; Mattey et
al., 1979). На периферии клетки располагаются отдельные пучки ко-
ротких, беспорядочно ориентированных микрофибрилл и множество
рибосом (рис. 36, в). Это — начало образования фибриллярного
слоя, толщиной 0.05—0.2 мкм. Этот слой, выраженный в базальном
и латеральном участках палочковой клетки, отсутствует в ее апи-
кальной зоне.
Ультраструктура палочковой клетки на 2-й стадии дифференци-
ровки более вариабельна, чем на 1-й. Ядро расположено ацентрично,
многочисленные цистерны ГЭР заполнены аморфным содержимым,
комплекс Гольджи хорошо развит (рис. 36, г). В этой же зоне цито-
плазмы располагаются мелкие везикулы и несколько крупных незре-
лых гранул с однородным содержимым, как правило, без электрон-
но-плотного центра.
3-я стадия. Клетки полностью окружены фибриллярным слоем
(0.5 мкм), с микрофибриллами, ориентированными параллельно ок-
ружности клетки (рис. 36, в). Предполагается, что они содержат со-
кратимый белок — актин (Desser, Lester, 1975). Над смещенным в
базальную часть клетки ядром располагаются хорошо развитые ГЭР,
комплекс Гольджи и палочковые гранулы в различных стадиях фор-
мирования (рис. 37, а. см. вкл.). Клетки продвигаются к поверхности
эпителия филамента, но еще не достигают ее.
4-я стадия. Палочковые клетки полностью сформированы, лока-
лизуются на поверхности эпителия и контактируют с внешней сре-
дой (рис. 37, б). Впервые на этой стадии палочковые и смежные эпи-
телиальные клетки образуют специализированные межклеточные
соединения — плотные контакты и десмосомы (рис 37, в; 38, а, в,
61
см. вкл.). Клетка окружена широким (1.5 мкм), фибриллярным
слоем, включающим регулярно расположенные микрофибриллы
(рис. 37, г; 38, а). Под плазмалеммой параллельно микрофибриллам
располагаются короткие электронно-плотные участки, напоминаю-
щие пластины прикрепления гладких мышц (рис. 37, г). В апикаль-
ной зоне клетки фибриллярный слой истончается до 0.1 мкм, а у вы-
хода на поверхность сохраняется лишь плазматическая мембрана,
снабженная гликокаликсом (рис. 38, а). Размеры палочковых клеток
у исследованных рыб в среднем составляют 7—9x12—13 мкм.
У пресноводных рыб зрелые палочковые клетки униполярны. В
их базальной части располагается ядро, в апикальной — палочковые
гранулы, мелкие везикулы, митохондрии и микротрубочки, ориен-
тированные параллельно длинной оси клетки (рис. 38, а—в). Палоч-
ковые гранулы имеют форму палицы, широкая часть которой на-
правлена к базально расположенному ядру, а заостренная узкая —
к вершине клетки (рис. 37, б; 38, г). Они включают центральную
электронно-плотную палочку (rodlet) и периферическую аморфную
субстанцию, заполняющую ограниченный мембраной мешочек (rod-
let sac) (рис. 38, г). Палочка простирается через всю гранулу, дости-
гая в отдельных случаях 4—5 мкм, диаметр ее обычно равен 0.2 мкм.
Содержимое палочкового мешочка, как правило, гомогенное, но у
некоторых рыб (карповые, окуневые) в нем различаются везикулы,
содержащие мембранные компоненты и микропузырьки (рис. 38, б).
В формировании палочковых гранул участвуют гранулярный ре-
тикулум и комплексы Гольджи. Цитологические детали этого про-
цесса описаны достаточно подробно (Бахтин, Филюшина, 1974; Ма-
тей, 19866). Возможно, в комплексе Гольджи происходит образова-
ние заполняющей гранулу периферической аморфной субстанции
(Mattey et al., 1979). Последняя представлена нейтральными глико-
протеинами, включающими углеводы и сиаловую кислоту (Morrison,
Odense, 1978; Leino, 1982). Центральная палочка имеет сложный хи-
мический состав. Ее содержимое включает большое количество про-
теина и основные аминокислоты: тирозин, триптофан и гистидин
(Morrison, Odense, 1978; Mattey et al., 1979; Leino, 1982). Данные о
том, что она содержит РНК (Barber, Westermann, 1975; Bielek, Vieh-
bergcr, 1983), впоследствии не подтвердились (Barber, Westermann,
1986).
5-я стадия — секреторная. Палочковая клетка вначале сохраняет
свой объем и структуру фибриллярной оболочки. Разрушается уча-
сток наружной мембраны, «запирающий» клетку, и лишь небольшая
часть ее содержимого, вероятно, под влиянием внутриклеточного
давления, выходит наружу (рис. 39, а, см. вкл.). Затем происходит
значительное сокращение фибриллярной оболочки, структура ее
становится иррегулярной, короткие фибриллы дезориентируются
(рис. 39, б). Длина клетки уменьшается почти вдвое, и палочковые
гранулы и другие клеточные органоиды, включая митохондрии, вы-
брасываются из клетки (рис. 39, <?, г). Экскреция содержимого про-
исходит по макроапокриновому типу, так что в клетке остаются ядро
и изредка отдельные гранулы.
62
Ультраструктура палочковых клеток свидетельствует в пользу их
тканевого происхождения. Действительно, основными признаками
Apicomplexa служат наличие трехламинарной мембраны, ограничи-
вающей клетку, коноида, субпелликул яркого комплекса и полярных
колец (Бейер и др., 1978). Отсутствие этих органоидов на всех ста-
диях развития палочковых клеток может рассматриваться как важ-
нейшее доказательство, отрицающее их принадлежность к типу Api-
complexa.
Структура органоидов палочковых клеток также не может слу-
жить подтверждением их паразитарной природы. Их митохондрии,
как в обычных эпителиальных клетках, имеют пластинчатые, а не
трубчатые, как у паразитических простейших, кристы; палочковые
гранулы принципиально отличаются от роптрий по химическому со-
ставу и ультратонкой организации (Desser, Lester, 1975). Фибрил-
лярный слой, окружающий палочковую клетку, нельзя рассматри-
вать как цисту паразита (Bannister, 1966), так как он имеет другую
структуру и является частью цитоплазмы, не отделенной от нее мем-
браной. Содержание РНК в ядрах палочковых клеток такое же, как
в других эпителиальных клетках рыб, и это также позволяет рас-
сматривать их как интегральные компоненты эпителия (Barber,
Westermann, 1986).
Доказательством эпителиальной природы палочковой клетки слу-
жит цикл ее развития. В жаберном эпителии рыбы одновременно
присутствуют палочковые клетки на разных стадиях дифференци-
ровки. Они берут начало от недифференцированных элементов эпи-
телия и не имеют ничего общего с незрелыми стадиями Apicomple-
xa — шизогониями или спорогониями, а сам цикл типичен для кле-
ток с секреторной функцией, в частности слизистых клеток эпителия
жабр. Клетки обоих типов сближают сходство процессов формирова-
ния секреторных гранул и состава их содержимого, способность к
миграции от основания к поверхности эпителия, четкая приурочен-
ность к филаментам жабр (Матей, 19866). Как и слизистые, зрелые
палочковые клетки, расположенные в поверхностном слое эпителия
филаментов, соединяются со смежными клетками с помощью специ-
ализированных межклеточных контактов (Бахтин, Филюшина,
1974; Leino, 1974, 1982; Desser, Lester, 1975; Morrison, Odense, 1978;
Mattey et al., 1979; Матей, 1984, 19866; Балабанова, Матей, 1987).
Это возможно лишь в том случае, если палочковые клетки представ-
ляют собой элементы ткани единой природы.
Наконец, широкое распространение палочковых клеток в различ-
ных тканях пресноводных и морских видов рыб и идентичность их
ультраструктуры свидетельствуют об отсутствии специфичности к
хозяину или ткани, характерной для паразитических простейших.
Функции палочковых клеток до сих пор недостаточно изучены.
Считалось, что их числе и функциональная активность увеличива-
ются только при солевых нагрузках, но мы обнаружили этот эффект
и при снижении величины pH и жесткости воды, загрязнении ее со-
лями металлов и аммонием (Матей, 1984, 19866, 19906; Матей и др.,
1994). Корреляция между состоянием популяции палочковых клеток
63
и ионным составом среды свидетельствует в пользу гипотезы о кос-
венном участии этих клеток в процессах осморегуляции (Leino,
1982). Основная функция палочковых клеток представляется нс
только сходной с таковой слизистых компонентов эпителия жабр, но
и в определенной мере дополняющей ее. Это связано с физико-хи-
мическими свойствами периферической субстанции палочковых гра-
нул, содержащей нейтральный гликопротеин и сиаловую кислоту.
После разрушения элиминированных из клеток гранул содержимое
субстанции соединяется с секретом слизистых клеток, образуя поли-
анионную слизь, выполняющую защитную и ионообменную функ-
ции на поверхности жабр. Специфические свойства имеет централь-
ная палочка, содержащая концентрированные энзимы, обладающие
бактерицидными свойствами (Leino, 1974, 1982; Morrison, Odense,
1978). Предполагается, что она может участвовать в нейтрализации
чужеродных бактерий на поверхности эпителия жабр.
3.1.5. Недифференцированные клетки
Многослойный эпителий жаберных филаментов рыб представляет
собой непрерывно обновляющуюся систему (MacKinnon, Enesco,
1980; Chretien, Pisam, 1986; Zenker et al., 1987; Матей, Харазова,
1993). Постоянная утрата части клеток с поверхности эпителия ком-
пенсируется благодаря функционированию базального слоя недиф-
ференцированных клеток. За счет этого происходит пополнение кле-
точной популяции эпителия жабр у низших позвоночных.
Недифференцированные клетки (undifferentiated cells) лежат в
основании эпителия филамента жабр, над бдзальной пластинкой, в
непосредственной близости от центрального венозного синуса и его
ответвлений (рис. 19; 40, а, см. вкл.). Эти небольшие (3—5 мкм в
диаметре) клетки характеризуются крупным округлым ядром, окру-
женным узким слоем цитоплазмы. Она насыщена рибосомами, со-
держит отдельные плоские цистерны ГЭР, немногочисленные мито-
хондрии, изредка слабо развитый комплекс Гольджи и мелкие вези-
кулы (рис. 40, б, в). В процессе созревания недифференцированные
клетки перемещаются в промежуточные слои эпителия и увеличи-
ваются в объеме. В их цитоплазме выявляются органоиды, характер-
ные для определенных клеточных типов: элементы ТР и интенсивно
осмирующиеся митохондрии в молодых хлоридных клетках; первич-
ные секреторные гранулы в слизистых и палочковых; комплексы
Гольджи и микропузырьки в респираторных. По мере созревания
клетки мигрируют к поверхности эпителия и формируют слой, не-
посредственно контактирующий с внешней средой и специализиро-
ванный для выполнения основных функций жабр.
Первое исследование кинетики обновления эпителия жабр, про-
веденное на лососевых, показало наличие мощной пролиферативной
зоны в основании респираторных ламелл по всей длине филаментов
(Conte, Lin, 1967). Другие данные были получены на жабрах усача
(MacKinnon, Enesco, 1980). У этих рыб размножающиеся эпители-
альные клетки были обнаружены вначале у основания филамента,
64
непосредственно у поддерживающей их жаберной дуги, и лишь по
прошествии 24—36 ч была прослежена их миграция к вершинам фи-
ламентов и в направлении, перпендикулярном к их оси, — от ба-
зальной области респираторных ламелл к дистальной. Эти данные,
полученные для весьма небольшой выборки рыб одного вида, были
скоро опровергнуты. Изучение репродукции клеток жаберного эпи-
телия у круглоротых (Peek, Youson, 1979) и костистых рыб — лосо-
севых (Zenker et al., 1987), угря (Tondeur, Sargent, 1979), гуппи
(Chretien, Pisam, 1986), окуня (Матей, Харазова, 1993) подтвердило
правильность первых исследований Конте и Лин. С помощью марке-
ра вновь образующихся клеток — 3Н-тимидина было доказано, что
обновление эпителиальных клеток происходит одновременно вдоль
всего филамента.
По аналогии с другими эпителиями (кожными и кишечным) мож-
но предположить, что в основе организации многослойного эпителия
жабр лежит клональный принцип, при котором в каждом клоне вы-
являются стволовая и периодически обновляющиеся недифференци-
рованные клетки (Заварзин, 1976). Возможно, дифференцированные
клетки жаберного эпителия рыб происходят из различных зачатков
(MacKinnon, Enesco, 1980; Leino, 1982; Chretien, Pisam, 1986).
Основные типы клеток эпителия филаментов различаются по
скорости размножения и созревания. У гуппи, форели и окуня для
полного формирования респираторных клеток — от начала диффе-
ренцировки до появления их в наружном слое эпителия филамен-
та — достаточно 24 ч (Chretien, Pisam, 1986; Zenker et al., 1987; Ма-
тей, Харазова, 1993). Скорость миграции этих клеток составляет
12.8 мкм/сут (Zenker et al., 1987). Для хлоридных клеток этот про-
цесс более длительный — 4—5 сут (Chretien, Pisam, 1986; Матей,
Харазова, 1993). Вопрос о механизмах репродукции слизистых кле-
ток остается открытым, в них не обнаруживается меченый тимидин
(Zenker et al., 1987; Матей, Харазова, 1993).
Процессы клеточного обновления и дифференцировки активизи-
руются при изменении ионного состава среды обитания рыб. Хорошо
изучена стимуляция пролиферации клеток жаберного эпителия по-
сле переноса эвригалинных рыб из пресной в соленую воду (Conte,
1969; Olivereau, 1970). В этом случае число хлоридных клеток уве-
личивается в 2 раза (а учитывая дополнительные клетки — в 3 раза),
но количество респираторных не изменяется (Chretien, Pisam, 1986).
Это связано с преимущественной потребностью эпителия в специа-
лизированных ионтранспортирующих клетках, осуществляющих на-
правленный перенос ионов в морской воде с гораздо большей интен-
сивностью, чем в пресной. Бурная пролиферация хлоридных клеток
отмечена и при перемещении пресноводных или адаптированных к
пресной воде эвригалинных рыб в деионизированную воду (Laurent,
Dunel, 1980; Laurent et al., 1985; Perry, Wood, 1985; Матей, 1987a;
Avella et al., 1987). Факторами, стимулирующими кинетику клеточ-
ного обновления, могут быть и другие параметры среды: увеличение
концентрации Н + , высокое содержание металлов, ксенобиотиков
(см. гл. 5—7).
5 В. Е. Матей
65
Природа стимулов, управляющих процессами дифференцировки
клеток жаберного эпителия рыб, достаточно сложна. Контроль сс
стороны нервной системы дополняется гормональными регуляторны-
ми факторами (Butler, Carmichael, 1972; Doyle, Epstein, 1972; Forresl
et al., 1973; Wendelaar Bonga et al., 1976, 1984, 1990b; Foskett et al.,
1983). He исключено и непосредственное влияние ионной и осмоти-
ческой концентрации крови на пролиферативную активность клеток
базального слоя жаберного эпителия рыб (Olivereau, 1970).
В настоящее время наиболее полно изучена роль гормонального
регуляторного звена в обновлении жаберного эпителия рыб. Основ-
ным фактором в процессах размножения и дифференцировки хло-
ридных клеток является гормон интерреналовой железы кортизол,
присутствие которого одинаково важно для рыб с гипо- и гиперосмо-
тическим типом регуляции (Epstein et al., 1971; Forrest et al., 1973;
Foskett et al., 1981, 1983; Richman, Zaugg, 1987; Hirano, 1989; Perry,
Laurent, 1989; Laurent, Perry, 1990; McCormic, 1990). Уровень кор-
тизола в крови при акклимации пресноводных рыб к воде с высокой
или низкой соленостью повышается, и это улавливается гликокорти-
коидными рецепторами жабр (Sandor et al., 1984; Chakraborti et al.,
1985). Это стимулирует деление камбиальных клеток и их диффе-
ренцировку в направлении хлоридных клеток (Doyle, Epstein, 1972;
Forrest et al., 1973; Johnson, 1973; Foskett et al., 1981, 1983; Hegab
et al., 1982; Richman, Zaugg, 1987; McCormic, 1990). Интерреналэк-
томия тормозит размножение хлоридных клеток и резко снижает
уровень поглощения Na+ из воды (см.: Smith, 1982). Изменение уров-
ня кортизола в крови пресноводных рыб влияет не только на проли-
феративные процессы, но и на ультраструктуру хлоридных клеток
(Laurent, Perry, 1990).
Не менее важен для регуляции размножения клеток жаберного
эпителия антагонист кортизола — пролактин. Он синтезируется и
секретируется аденогипофизом и считается наиболее полифункцио-
нальным гормоном у низших позвоночных (Clarke, Bern, 1980). Для
пресноводных рыб он рассматривается как основной осморегулятор-
ный гормон (Marshall, 1976, 1978; Ogasawara, Hirano, 1984; Suzuki
et al., 1987; Wendelaar Bonga et al., 1990b). Функциональная актив-
ность пролактиновых клеток аденогипофиза и уровень этого гормона
в крови пресноводных рыб значительно выше, чем у морских и адап-
тированных к соленой воде (Foskett et al., 1983; Wendelaar Bonga,
1984; Wendelaar Bonga et al., 1990b). Это коррелирует с повышенным
содержанием слизистых клеток в жаберном эпителии пресноводных
или адаптированных к пресной воде рыб.
Пролактин стимулирует пролиферацию и созревание слизистых
клеток и ингибирует численность хлоридных клеток за счет блоки-
рования их дифференцировки (Foskett et al., 1983). Основным фак-
тором внешней среды, контролирующим секрецию пролактина у пре-
сноводных рыб, является экзогенный кальций. Отсутствие или сни-
жение содержания этого иона в воде в отличие от Na+ и Mg2+ вы-
зывает бурную пролиферацию слизистых клеток (Wendelaar Bonga,
1978; Wendelaar Bonga, Meij van der, 1981; Pang, 1986; Матей, 1988).
66
Это коррелирует с повышенным содержанием слизистых клеток в
жабрах рыб, обитающих в северных слабоминерализованных водо-
емах (Матей и др., 1994).
В самой общей форме механизм регуляции численности хлорид-
ных и слизистых клеток у рыб при адаптации к соленой или пресной
воде можно представить следующим образом. Перенос рыб в воду с
повышенной соленостью вызывает увеличение уровня кортизола в
ответ на осмотический стимул (Forrest et al., 1973; Nicoll et al., 1981;
Foskett et al., 1983; Richman, Zaugg, 1987). Это, как и снижение уров-
ня пролактина, служит сигналом к делению и дифференцировке кле-
ток, лежащих в основании эпителия филаментов жабр, в направле-
нии хлоридных клеток. При адаптации к пресной воде в крови рыб
повышается уровень пролактина и снижается концентрация корти-
зола, часть популяции хлоридных клеток редуцируется, в эпителии
филамента увеличивается численность слизистых клеток. Конкурен-
тные взаимоотношения между кортизолом и пролактином поддержи-
вают популяцию хлоридных клеток в состоянии динамического рав-
новесия и обеспечивают реципрокность связи «слизистые—хлорид-
ные клетки» при адаптации рыб к гипо- или гипертонической среде.
Безусловно, этот процесс носит более сложный характер, так как в
пролиферации и дифференцировке элементов базального слоя эпи-
телия филамента участвуют и другие гормоны, в частности вещества,
выделяемые тельцами Станниуса, и адренокортикостероиды (Butler,
Carmichael, 1972; Wendelaar Bonga et al., 1976; Foskett et al., 1983).
3,1.6. Нейроэпителиальные клетки
В 1982 г. в эпителии филамента ряда костистых и пластиножа-
берных рыб был описан новый тип клеток по аналогии с чрезвычайно
похожими на них клетками дыхательных путей высших позвоноч-
ных, названными нейроэпителиальными (neuroepithelial cells) (Du-
nel-Erb et al., 1982). Сравнительное изучение локализации, улвтраг
структуры и возможной функции этих клеток у млекопитающих и
рыб подтвердило правомерность такого сопоставления (см.: Laurent,
1984).
В серозной зоне эпителия жабр пресноводных костистых рыб —
карповых, окуневых, щуковых и лососевых мы обнаружили большое
количество нейроэпителиальных клеток. Они выявлялись по всей
длине эпителия со стороны, обращенной к ротоглоточной полости,
непосредственно контактировали с базальной пластинкой и не дости-
гали поверхности эпителия (рис. 41, а, см. вкл.). Как и у эвригалин-
ных рыб (Dunel-Erb et al., 1982), у пресноводных расстояние между
базальным участком плазмалеммы и компонентами кровеносной си-
стемы — центральным венозным синусом и эфферентными артери-
ями обычно не превышало 200 нм.
Количество нейроэпителиальных клеток в эпителии жабр рыб до-
статочно велико — около 4x10° на весь жаберный аппарат (Laurent,
1984). Они располагаются в эпителии жабр гроздьями, образуя «ней-
роэпителиальные тела». Это рассматривается как важный признак,
5* 67
сближающий их с аналогичными клетками дыхательных путей по-
звоночных: от млекопитающих до птиц, рептилий и амфибий (Eric-
son et al., 1972; Lauweryns et al., 1972, 1973; Goniakowska-Witalinska,
1981). В дыхательном эпителии рыб и высших позвоночных часто
встречаются одиночные нейроэпителиальные клетки (Laurent, 1984;
Матей, 1992).
Как и у высших позвоночных, нейроэпителиальные клетки жа-
берного эпителия рыб обладают способностью к ультрафиолетовой
флуоресценции после обработки формальдегидом (Falk et al., 1962).
Вначале моноамин 5-гидрокситриптамин, или серотонин, был обна-
ружен в нейроэпителиальных клетках морских и эвригалинных рыб
(Dunel-Erb et al., 1982; Laurent, 1984). Затем, используя глиоксилат-
ный метод выявления моноаминов (Каботянский, 1985), мы выявили
его и в клетках пресноводных рыб (Матей, 1992). Нейроэпителиаль-
ные клетки характеризовались интенсивным желтым свечением,
указывающим на присутствие серотонина, и представляли собой
униполярные клетки, снабженные базальными отростками (рис. 41,
б).
Ультраструктура нейроэпителиальных клеток различных видов
костистых рыб одинакова. Это довольно крупные (5 мкм в диаметре)
клетки с центрально расположенным или слегка ацентричным ядром
округлой или неправильной формы (рис. 41, а). У всех исследован-
ных нами рыб цитоплазма содержит немногочисленные митохондрии
со светлым матриксом и мелкими пластинчатыми кристами (рис. 41,
а, в), а у некоторых видов (угревые, окуневые) — плотно упакован-
ные микрофиламенты.
Главная структурная характеристика нейроэпителиальных кле-
ток — наличие в цитоплазме гладких и окаймленных везикул с элек-
тронно-плотным центром (ВЭЦ) диаметром 80—100 нм (dense-core
vesicles) (рис. 41, а, в). У некоторых видов рыб, в частности угре-
вых, они концентрируются в базальных участках цитоплазмы (Lau-
rent, 1984); у карповых, окуневых и лососевых рыб максимальная
концентрация везикул была выявлена нами в апикальной зоне клет-
ки. Дискретность распределения везикул подтверждает предполо-
жение о полярности нейроэпителиальных клеток (Dunel-Erb et al.,
1982).
Нейроэпителиальные клетки взаимодействуют с нервными волок-
нами. Флуоресцирующие контуры последних, окружающие жа-
берный филамент, обнаруживают присутствие вторичных аминов
(Dunel-Erb et al., 1982). Немиелинизированные (первичные) волок-
на, вместе с немногочисленными миелинизированными, образуют
плотную субэпителиальную сеть, окружающую центральный веноз-
ный синус (Laurent, 1984). При электронно-микроскопическом ис-
следовании выявляются нервные волокна, расположенные непосред-
ственно над базальной пластинкой и взаимодействующие с нейро-
эпителиальными клетками (рис. 41, а). Клетка чаще всего контак-
тирует с одним нервным волокном, но есть данные, что она может
иннервироваться и несколькими нервными окончаниями (Laurent,
1984).
68
По классификации Данел-Эрб (Dunel-Erb et al., 1982) терминаль-
ные первичные нервы бывают двух типов. Первый характеризуется
малыми размерами и плотной популяцией прозрачных везикул и
везикул с электронно-плотным центром. Волокна второго типа круп-
нее и помимо везикул с электронно-плотной сердцевиной содержат
крупные митохондрии, микротрубочки и нейрофиламенты (Laurent,
1984). В обоих случаях ВЭЦ аккумулируются в участках нейроэпи-
телиальных клеток, расположенных вблизи клеточной мембраны,
обращенной к профилю нерва. Это может свидетельствовать о суще-
ствовании синаптической связи между клеткой и нервом, описанной
ранее в каротидных телах высших позвоночных (Taxi, 1971).
Обнаруженная при экспериментальной гипоксии дегрануляция
ВЭЦ позволила предположить, что именно таким путем из нейро-
эпителиальных клеток выводятся биогенные амины, в первую оче-
редь серотонин (Dunel-Erb et al., 1982; Laurent, 1984). Последний,
благодаря локализации этих клеток вблизи центрального венозного
синуса и эфферентных артерий ламелл, может поступать в кровь и
влиять на транспортные процессы. Не исключено, что серотонин че-
рез синапсы может активировать афферентные нервные волокна
(Legris et al., 1981; Laurent, 1984).
Функция нейроэпителиальных клеток в эпителии жабр до сих пор
точно неизвестна. Есть данные о том, что они содержат калбиндин
и могут принимать участие в транспорте Са2+ через жаберный эпи-
телий (Zaccone et al., 1992). Предположение о хеморецепторных
функциях этих клеток пока еще слабо документировано (Legris et
al., 1981; Dunel-Erb et al., 1994). Более обоснованной представляется
нам гипотеза, основанная на структурном и функциональном сход-
стве нейроэпителиальных клеток жабр рыб с таковыми в дыхатель-
ных путях высших позвоночных (Dunel-Erb et al., 1982; Laurent,
1984). У последних установлен не только экзоцитоз везикул с элек-
тронно-плотным центром, но и последующее выделение серотонина
(Lauweryns et al., 1973). Вероятно, нейроэпителиальные клетки, вы-
водящие в кровь биогенные амины и имеющие контакты с нервными
клетками, могут рассматриваться как элементы дополнительной ре-
гуляторной системы, которая наряду с нервной и гуморальной конт-
ролирует работу жаберного аппарата рыб.
3.1.7. Межклеточные контакты
Гетерогенные клетки жаберного эпителия рыб объединяются в
единую тканевую систему с помощью межклеточных контактов. Эти
сложные структуры, образованные поверхностями соприкасающихся
клеток, в эпителии жабр пресноводных рыб выполняют двоякую
функцию. Первая, интегративная, обеспечивает прочную механиче-
скую (адгезивную) связь между клетками, вторая, изолирующая, со-
стоит в образовании барьера, который отграничивает внеклеточные
пространства от внешней среды и тем самым создает ионный и осмо-
тический градиент между внутренней и внешней средой (Sardet et
69
al., 1979; Гербильский, 1980; Снигиревская, Комиссарчик, 1980;
Ernst et al., 1980; Kawahara et al., 1982). Поскольку интеграция и
изоляция — признаки, определяющие специфические системные
свойства (Садовский, 1974), межклеточные контакты рассматрива-
ются как системообразующие элементы, определяющие согласование
функционального состояния контактирующих клеток и их простран-
ственное расположение (Гербильский, 1980; Архипенко и др., 1982;
Матей, 1990а).
Особенности взаимодействий между клетками в значительной
степени определяются наличием специализированных межклеточ-
ных контактов: плотного (zonula occludens, tight junction), промежу-
точного (zonula adherens, intermediate junction), десмосомы (macula
adherens, desmosome) и щелевого (nexus, gap junction). Результаты
интенсивных исследований жаберного эпителия рыб позволили убе-
диться в том, что у пресноводных и морских видов клетки взаимо-
действуют между собой с помощью первых 3 типов контактов
(Sardet, 1980). В 1982 г. у Delegnatus fasciatis, адаптированного к
соленой воде, были описаны и щелевые контакты, соединяющие
смежные респираторные клетки (Kawahara et al., 1982). Однако в
дальнейшем они не были обнаружены, и вопрос о наличии щелевых
контактов в эпителии жабр костистых рыб остается открытым.
Как правило, специализированные контакты выполняют одну ос-
новную функцию: плотные — изолирующую, щелевые — коммуни-
кативную, десмосомы и промежуточные — адгезивную. Специали-
зация контактов не абсолютна, кроме основной функции они несут
дополнительную нагрузку; например, плотный контакт рассматрива-
ется как достаточно эффективная адгезивная структура (Маленков,
Чуич, 1979; Снигиревская, Комиссарчик, 1980). Помимо специали-
зированных в эпителии существуют и неспециализированные, или
простые, контакты (nonspecialized junction), вносящие ощутимый
вклад в адгезию клеток эпителиальной ткани.
Характер межклеточных соединений в жаберном эпителии пре-
сноводных рыб зависит от их экологии и ионного состава внешней
среды. В жесткой воде, содержащей большое количество двухвален-
тных катионов, в частности Са, у всех исследованных нами видов
рыб латеральные поверхности плазматических мембран смежных
клеток связаны между собой единственным специализированным со-
единением — плотным контактом, ниже которого идет обширная зо-
на неспециализированных соединений (Матей, 1990а) (рис. 42, а—г,
см. вкл.).
Плотные контакты, представляющие собой пятислойную струк-
туру, образуют сплошной пояс в апикальной части клеток, отделя-
ющий межклеточное пространство от внешней среды (см.: Снигирев-
ская, Комиссарчик, 1980). В жаберном эпителии пресноводных рыб
они соединяют клетки различных типов — хлоридные, респиратор-
ные и слизистые, занимают около 3 % от общей площади межкле-
точных контактов и имеют в норме глубину от 0.3 до 0.7 мкм и ши-
рину не более 1 нм (Sardet et al., 1979; Ernst et al., 1980; Матей,
1990a; Freda et al., 1991).
70
Методом замораживания-скалывания показано, что ультраструк-
тура цитоплазматической P-поверхности и экстрацеллюлярной — Е-
поверхности плотных контактов различна. На P-поверхности обна-
ружены 5—9 непрерывных линий слияния — гребней, ветвящихся,
анастомозированных и направленных вдоль апикальной поверхности
клетки, а на Е-поверхности — комплементарные им желобки (Sardet
ct al., 1979; Sardet, 1980). Такая структура, образованная большим
количеством «запирающих» гребней, характеризует все плотные
контакты в жаберном эпителии пресноводных или адаптированных
к пресной воде рыб, независимо от того, какие типы клеток они со-
единяют (Sardet et al., 1979; Sardet, 1980; Kawahara et al., 1982). C
помощью трассирующей метки показано,что они обладают очень
низкой проницаемостью для ионов и воды (Sardet et al., 1979; Sardet,
1980; Матей, 1990a).
Стабилизатором состояния плотных контактов является кальций.
Связанный с белками плазмалемм и межклеточного «цемента», он
определяет жесткую конформацию клеточных мембран, лимити-
руя электролитную и неэлектролитную диффузию через эпителий
(Cuthbert, Maetz, 1972; Eddy, 1975; Комиссарчик и др., 1978, 1986;
Маленков, Чуич, 1979; Снигиревская, Комиссарчик, 1980; Wendelaar
Bonda, Meij van der, 1981; Ogasawara, Hirano, 1984).
Низкая проницаемость плотных контактов пресноводных рыб для
ионов, в особенности для Na + , регулируется пролактином (Loretz,
Bern, 1982; Hirano et al., 1987; Suzuki et al., 1987; Wendelaar Bonga
et al., 1990b). Благодаря барьерным свойствам этих контактов жа-
берный эпителий пресноводных рыб принадлежит к плотным эпите-
лиям (tight epithelia), обладающим минимальной проницаемостью
для ионов и воды. Это прямо связано с его осморегуляторной функ-
цией, которая состоит не только в поддержании активного трансцел-
люлярного транспорта ионов, но и в предотвращении пассивной по-
тери их через межклеточные пространства. Аналогичное строение
имеют плотные контакты в слабопроницаемых эпителиях мочевого
пузыря амфибий, собирательных канальцев почек и оперкулума рыб
(см.: Sardet et al., 1979; Наточин, Аронова, 1980; Ernst et al., 1980).
Ультраструктура неспециализированных межклеточных контак-
тов одинакова у всех костистых рыб. Идущие параллельно наружные
плазматические мембраны смежных эпителиальных клеток разделе-
ны пространством в 15—20 нм (рис. 42, а, в\ 43, а, см. вкл.). Послед-
нее представлено слившимися надмембранными компонентами по-
верхностей контактирующих клеток, образующими межклеточный
«цемент» (см.: Маленков, Чуич, 1979; Архипенко и др., 1982). Он
содержит гликопротеин и Са2+ — основной связывающий структур-
ный компонент межклеточного вещества.
У некоторых видов пресноводных рыб (карповые, колюшковые)
мы обнаружили, что в латеральной зоне контактирующих клеток обе
поверхности выпячиваются в цитоплазму одной из них, образуя со-
единения типа «замок» (studelike junction) (рис. 43, б). У окуневых,
щуковых и лососевых локальные модификации неспециализирован-
ных соединений представлены еще одной разновидностью замкового
71
соединения — контактами «складки-инвагинации» (folding-invagina-
tion junction) (рис. 43, в). Структура плазматических мембран и
межклеточного пространства в этих областях не отличается от тако-
вых обычного простого соединения (Маленков, Чуич, 1979). Соеди-
нения типа «замок» и «складки-инвагинации» обеспечивают созда-
ние резерва плазмалемм, используемого при увеличении общего
объема эпителиальных клеток (см. гл. 4—7). В области неспециали-
зированных контактов в жаберном эпителии выявляются участки
сближения смежных плазмалемм, характеризующиеся высокой
электронной плотностью. Это высоко адгезивные участки мембран
(ВАУ), модулирующие механическую прочность неспециализиро-
ванного соединения (Маленков, Чуич, 1979).
В мягкой воде, в условиях дефицита Са, структура специализи-
рованных межклеточных соединений в жабрах пресноводных рыб ус-
ложняется. Они трансформируются в соединительные комплексы —
«терминальные замки» (terminal bar), последовательно включающие
3 типа специализированных контактов: плотный, промежуточный и
одну или несколько десмосом (рис. 44, а—в, см. вкл.). Впервые воз-
никшие в процессе эволюции у .высших беспозвоночных соедини-
тельные комплексы представляют собой прогрессивное преобразова-
ние межклеточных контактов. Входящие в их состав промежуточные
соединения и десмосомы имеют обычную структуру (см.: Снигирев-
ская, Комиссарчик, 1980).
Промежуточные контакты пронизаны микрофиламентами, имею-
щими актиновую природу, и связаны с терминальной сетью (рис. 44,
</, в). Они обеспечивают сокращение клетки по окружности и спо-
собствуют сохранению целостности эпителиального пласта при слу-
щивании отдельных клеток (Снигиревская, Комиссарчик, 1980). Де-
смосомы, как кнопки, соединяющие мембраны смежных контактиру-
ющих клеток, определяют высокие адгезивные свойства эпителиаль-
ной ткани (рис. 44, а—в). Появление в составе соединительного
комплекса промежуточного контакта и десмосом способствует не
только прочному, но и гибкому сцеплению клеток, формирующих
наружный слой жаберного эпителия рыб.
Ультраструктура межклеточных соединений в жабрах рыб из со-
леной воды отличается от таковой у пресноводных видов. Прежде
всего это касается апикальных плотных контактов, соединяющих
разные типы эпителиальных клеток. У солоноводных рыб плотные
контакты между смежными респираторными клетками по своим раз-
мерам и структуре аналогичны таковым у рыб из пресной воды,
включают 5—9 гребней и непроницаемы для солей (Sardet et al.,
1979; Sardet, 1980; Kawahara et al., 1982). Те же соединения между
хлоридными и респираторными клетками не столь глубоки, макси-
мальное количество гребней не превышает 7 (Kawahara et al., 1982).
Они также служат эффективным барьером для прохождения солей
по межклеточным пространствам. Плотные контакты между смеж-
ными хлоридными и дополнительными клетками, входящими в со-
став хлоридного комплекса, очень короткие (0.12—0.18 мкм) и
имеют только 1 (Sardet et al., 1979) или 2 прерывистых высокопро-
72
ницаемых гребня (Kawahara et al., 1982). Это минимальное соедини-
тельное звено, которое существует между эпителиальными клетка-
ми, поддерживает их структурную и функциональную полярность,
но не может служить препятствием для экскреции ионов во внеш-
нюю среду (см.: Sardet et al., 1979; Sardet, 1980; Freda et al., 1991).
Согласно современной классификации, эти контакты относятся к
проницаемым (leaky) соединениям, а жаберный эпителий морских
или адаптированных к соленой воде рыб — к высокопроницаемым
тканям. Соединения такого.типа имеют то же строение, что и меж-
клеточные контакты в проксимальных канальцах почек амфибий и
млекопитающих, тонкой части петли Генле, солевой железе птиц
(см.: Наточин, 1976; Маленков, Чуич, 1979; Sardet et al., 1979; Сни-
гиревская, Комиссарчик, 1980; Karnaky et al., 1985). Они рассмат-
риваются как коммуникационный канал между внутренней и внеш-
ней средой, через который идет постоянное выведение избытка со-
лей, сконцентрированных в межклеточных пространствах за счет ра-
боты ионных насосов (Sardet et al., 1979; Evans, 1984b; Laurent,
Perry, 1991). Этот процесс лежит в основе поддержания водно-соле-
вого равновесия у рыб, адаптированных к соленой воде, и контроли-
руется кортизолом (Forrest et al., 1973; Foskett et al., 1981, 1983).
3.2. Эпителий респираторных ламелл
Первые описания респираторного (ламеллярного) эпителия жабр
костистых рыб относятся к середине 30-х годов (Bevelander, 1935).
Было установлено, что через эту очень тонкую эпителиальную ткань
происходит основной газообмен. Использование электронно-микро-
скопических методов исследования позволило уточнить детали ее
строения. Выяснилось, что респираторный эпителий образован не од-
ним, как считалось ранее, а двумя клеточными слоями, разделенны-
ми лимфоидными пространствами (Morgan, Tovell, 1973; Laurent,
Dunel, 1980). Последние у пресноводных костистых рыб выражены в
меньшей степени, чем у морских или адаптированных к соленой воде
(рис. 19; 45, а, см. вкл.). Лимфоидные пространства ламеллярного
эпителия сообщаются с соответствующими экстрацеллюлярными
пространствами эпителия филамента и через них — с центральным
венозным синусом. Это играет определенную роль в движении жид-
костей через жабры (Laurent, 1984).
Изучение раннего онтогенеза рыб позволило проследить развитие
обоих типов эпителия жабр и доказать общность их происхождения
(Laurent, Dunel, 1980; Hughes, 1984). В момент вылупления личинок
(31-е сутки после оплодотворения) эмбриональный филамент окру-
жен толстым слоем эпителия. Наружная часть его состоит из диф-
ференцированных клеток, среди которых отчетливо выявляются ре-
спираторные и хлоридные, а внутренняя, многослойная — из недиф-
ференцированных, образующихся за счет деления клеток, лежащих
в основании эпителия филамента. На этой стадии развития мезен-
химные клетки пролиферируют и образуют столбчатые капилляры
будущих респираторных ламелл, отделенные от эпителия хорошо
73
выраженной базальной пластинкой. Так как развивающиеся респи-
раторные ламеллы берут начало от филаментов, то наружный слой
покрывающего их эпителия является естественным продолжением
поверхностного слоя последних.
Недифференцированные клетки самого респираторного эпителия
не обладают способностью к делению. Они мигрируют в этот отдел
из эпителия филамента, вдоль капилляров, и могут лишь дифферен-
цироваться в респираторные или, по мере надобности, в хлоридные
клетки (Laurent, 1984; Chretien, Pisam, 1986; Zenker et al., 1987; Ма-
тей, Харазова, 1993). Таким образом, дифференцированные компо-
ненты эпителия респираторных ламелл и филаментов развиваются
из единых зачатков — недифференцированных клеток эпителия фи-
ламента.
Общая структура и ультратонкая организация респираторного
эпителия однотипна у всех костистых рыб. Эпителиальная ткань за-
нимает 95 % от общего объема респираторной ламеллы (Karlsson,
1983).
Наружный слой ламеллярного эпителия у пресноводных рыб об-
разован преимущественно респираторными клетками. Их структура
аналогична таковой респираторных клеток эпителия филамента. Уп-
лощенная листообразная клетка содержит крупное ядро, окруженное
узким слоем цитоплазмы (рис. 45, а, б). Он насыщен рибосомами и
включает многочисленные цистерны ГЭР, отдельные митохондрии и
хорошо развитые комплексы Гольжди, продуцирующие микровези-
кулы (рис. 45, б). В апикальной зоне клетки, непосредственно под
плазмалеммой, располагаются пучки микрофиламентов (рис. 45, в).
Вероятно, это элементы цитоскелета, способствующие поддержанию
сложно организованной поверхности данного участка клетки.
Как и в эпителии филамента, апикальная мембрана респиратор-
ных клеток наружного слоя ламеллярного эпителия образует регу-
лярные неглубокие впячивания. Они формируют на поверхности
клеток систему микрогребней, разделенных желобками (рис. 45, в).
Микрорельефы респираторных клеток ламеллярного эпителия у рыб,
относящихся к различным систематическим и экологическим груп-
пам, сходны с таковыми клеток эпителия филамента: наиболее про-
сто они устроены у сомовых, самую сложную конфигурацию имеет
поверхность клеток лососевых (Матей, 1990а). Вместе с тем струк-
тура поверхности респираторных клеток ламеллярного эпителия зна-
чительно уплощена и сглажена по сравнению с таковой эпителия фи-
ламента (Hossler et al., 1979; Матей, 1987а, 1990а). Вероятно, эти
различия связаны с особенностями функционирования эпителия ла-
мелл и филаментов. Так как основной газообмен идет через эпителий
ламелл, более гладкая, чем в филаменте, поверхность респиратор-
ных клеток препятствует концентрации на нем слизи.
В состав ламеллярного эпителия помимо респираторных могут
включаться и клетки других типов. В базальном слое, среди недиф-
ференцированных клеток располагаются немногочисленные клетки,
содержащие единичные трубочки тубулярного ретикулума, цистер-
ны ГЭР и полиморфные митохондрии (рис. 46, а, см. вкл.). В даль-
74
нейшем, созревая, они преобразуются в хлоридные, но редко выходят
на поверхность эпителия, так как прикрыты сверху респираторными
клетками или их отростками (рис. 46, б). В нижней части ламелл,
на границе с эпителием филамента, могут располагаться отдельные
хлоридные клетки cr-типа (Pisam et al., 1987; Franklin, Davison, 1989;
Franklin, 1990). Эти светлые, удлиненные клетки всегда контакти-
руют с базальной пластинкой столбчатых капилляров, но отделены
от таковой эпителия филамента подлежащими, чаще всего недиф-
ференцированными клетками (рис. 46, в). Плоская или выпуклая
поверхность а-хлоридных клеток несет очень короткие и широкие
микровилли или полностью сглажена (рис. 46, г). В cz-хлоридных
клетках выявляются тубулярный ретикулум, отдельные цистерны
гранулярного эндоплазматического ретикулума и многочисленные
митохондрии, но тубуло-везикулярная система развита слабо
(рис. 46, в). Слизистые клетки в составе ламеллярного эпителия у
пресноводных костистых рыб в норме не обнаруживаются, их появ-
ление может быть связано только с функциональными нагрузками
или травмой ламеллы (Laurent, Dunel, 1980; Матей, 19876; Handy,
Eddy, 1991b). В отличие от жаберных филаментов, покрытых до-
вольно толстым слоем слизи, респираторные ламеллы почти лишены
ее. Вероятно, присутствие слизи на ламеллах, через которые идет
основной газообмен, могло бы лимитировать диффузионные возмож-
ности жабр.
Характер межклеточных взаимодействий в эпителии респиратор-
ных ламелл пресноводных рыб такой же, как и в эпителии филамен-
та (см. гл. 3.1.7). В слабоминерализованной среде клетки контакти-
руют с помощью соединительных комплексов — «терминальных зам-
ков», а в пресной воде, насыщенной катионами, их связывают только
плотные контакты. Последние, как и в эпителии филамента, содер-
жат 5—9 анастомозированных непрерывных гребней и слабопрони-
цаемы для ионов (Sardet et al., 1979; Sardet, 1980). Поскольку струк-
тура плотных контактов модулирует общую проницаемость ткани,
респираторный эпителий относится к плотным эпителиям и в очень
малой степени проницаем для солей. Это качество, в отличие от эпи-
телия филамента, он сохраняет при адаптации рыб к соленой воде:
ультраструктура межклеточных плотных контактов у рыб из гипо-
и гипертонической среды одинакова (Sardet et al., 1979; Sardet, 1980;
Laurent, 1984). В связи с этим ламеллярный эпителий не может рас-
сматриваться как ткань, через которую происходит диффузия элек-
тролитов.
К числу основных параметров, определяющих интенсивность га-
зообмена в жабрах рыб, относится диффузионный барьер (Кляшто-
рин, 1982; Hughes, 1984; Laurent, Hebibi, 1989). Его величина явля-
ется результирующей толщины респираторного эпителия, базальной
пластинки и ширины отростков столбчатой клетки, измеренных пер-
пендикулярно длинной оси ламеллы (Laurent, Hebibi, 1989). Основ-
ной составляющей следует считать толщину респираторного эпите-
лия, которая определяется высотой двух образующих его эпители-
альных слоев и размерами разделяющих их экстрацеллюлярных про-
75
странств. У исследованных нами пресноводных рыб самый мощный
эпителий респираторных ламелл у малоактивных видов — сома,
карпа, а самый тонкий — у активных пловцов — форели и семги
(табл. 2). Чем тоньше эпителий, тем меньше барьер и выше интен-
сивность обмена дыхательных газов.
Обмен дыхательных газов является бесспорной функцией респи-
раторного эпителия. Гипотеза Жирара и Пайяна (Girard, Payan,
1980; Payan et al., 1984) об активной сорбции Na+ и СГ респиратор-
ными клетками этого отдела эпителия после долгих дискуссий ка-
залась окончательно отвергнутой (Laurent, Dunel, 1980; Laurent et
al., 1985; Матей, 1986a; Avella et al., 1987; Avella, Bornancin, 1989,
1990; Laurent, Perry, 1991). Сложилась концепция, согласно которой
участие респираторного эпителия в процессах обмена ионов возмож-
но лишь при появлении в его составе специализированных хлорид-
ных клеток, т. е. в условиях дефицита ионов или действия токсиче-
ских веществ (см. гл. 4—7). Однако в последнее время вновь выска-
зываются предположения о том, что респираторный эпителий может
быть вовлечен в механизмы поддержания ионного и кислотно-ще-
лочного баланса (Battram et al., 1989; Goss et al., 1992). Следует от-
метить, что, даже по мнению сторонников этой гипотезы, ее поло-
жения не бесспорны и требуют дополнительных экспериментальных
доказательств. Я считаю, что ионтранспортирующие функции респи-
раторного эпителия жабр связаны с присутствием в нем хлоридных
клеток и осуществляются только в условиях функциональных на-
грузок.
3.3. Заключение
Современные представления об организации жаберного эпителия
объединены морфофункциональной концепцией, которая позволяет
рассматривать его как единую систему, в которой осуществляется об-
мен ионов и дыхательных газов.
Используя подходы, принятые в общей теории систем (Садов-
ский, 1974), жаберный эпителий рыб можно характеризовать как це-
лостную систему. Свойства ее не являются простой суммой свойств
составляющих ее отдельных клеток, но зависят и от характера сис-
темообразующих связей — межклеточных контактов. Организация
системы отражает не только упорядоченность ее элементов, связей
и отношений, но и степень их вклада в общее функционирование
организма.
Жаберный эпителий — пограничная ткань, входящая в состав бо-
лее высокой в иерархическом отношении единицы — органа (жабры)
и осуществляющая дыхание и обмен ионов строго в соответствии с
условиями среды, в которой обитает рыба. Жаберный эпителий со-
стоит из многослойного эпителия филамента и двухслойного эпите-
лия респираторных ламелл. Первый связан с артерио-венозной кро-
веносной системой, включает шесть типов клеток и выполняет фун-
кции обмена ионов. Второй снабжается кровью из артерио-артери-
альной системы, обычно состоит из клеток двух типов, в нем
76
происходит основной газообмен. Эти два типа эпителия имеют экто-
дермальное происхождение и развиваются из общих зачатков.
Эпителий филамента и респираторных ламелл укреплен базаль-
ной пластинкой, объединяющей эпителиальную и интерстициальную
ткани в единый орган — жабры. Через базальную пластинку проис-
ходит диффузия веществ из крови в эпителий и из эпителия в кровь.
Количество слоев, образующих эпителий филамента, и соответствен-
но его высота, так же как и размеры ламеллярного эпителия, зависят
от образа жизни рыб: чем активнее рыба, тем тоньше эпителиальная
ткань, меньше дистанция «кровь—среда», интенсивней газо- и ионо-
обмен. Количественный состав и ультратонкая организация клеток,
формирующих жаберный эпителий, зависят от систематической при -
надлежности и экологических особенностей рыб.
Жаберный эпителий пресноводных костистых рыб — типичная
пограничная барьерная ткань. Он организован по принципу непре-
рывно обновляющейся системы. Базальная зона эпителия филамента
жабр представляет собой резервный слой, образованный недиффе-
ренцированными клетками. Благодаря деятельности этого слоя, ре-
гулирующейся преимущественно гуморальным путем, происходит
пополнение основных типов дифференцированных клеток.
Функциональная роль каждого типа клеток четко определена. Ре-
спираторные клетки, покрывающие вторичные ламеллы, жаберные
дуги и около 80 % поверхности жаберных филаментов, служат мор-
фологической базой для газообмена. Особенность ультратонкой ор-
ганизации, присущая только этому типу клеток, — развитие на их
поверхности микрогребней, увеличивающих площадь контакта с
внешней средой. Рельеф поверхности специфичен для рыб, принад-
лежащих к одному семейству. Увеличение площади поверхности ре-
спираторных клеток за счет микрогребней определяется экологией
рыб. Установлен ряд последовательного возрастания площади обмена
дыхательных газов: от малоподвижных с низкой потребностью в кис-
лороде сомовых до оксифильных видов — щуковых и лососевых. Та-
ким образом, в основе повышения интенсивности газообмена лежат
не только макро-, но и микроскопические модификации жаберной
поверхности, представляющие прекрасный пример идиоадаптации к
условиям окружающей среды на клеточном уровне.
Поддержание постоянства состава жидкостей организма осущест-
вляется благодаря деятельности специализированных хлоридных
клеток эпителия филамента. Через них в жабрах пресноводных рыб
происходит активное поглощение ионов и экскреция метаболитов.
Ультраструктура хлоридных клеток жабр пресноводных рыб под-
тверждает их ионтранспортирующую функцию. Это — типичные
структурно и функционально асимметричные клетки, в апикальных
мембранах которых сосредоточены ионные каналы, а в базолате-
ральных, продолжающихся в мембраны тубулярного ретикулума, —
ионные насосы. Высокая энергоемкость процессов активного транс-
порта обеспечивается за счет концентрации в них митохондрий —
энергетического базиса клетки. Степень развития органоидов, свя-
занных с активным транспортом ионов, и ультраструктура поверх-
77
ности хлоридных клеток пресноводных рыб определяются их эколо-
гией.
Ультраструктура ионтранспортирующих клеток в различных эпи-
телиальных тканях и органах, осуществляющих направленный пере-
нос ионов, имеет общие характеристики на всех этапах эволюции
гидробионтов. Принципиальным сходством обладают первичночувст-
вующие клетки губ гребневика, специализированные клетки эпипо-
диальных жабр ракообразных, ионтранспортирующие клетки обоня-
тельного эпителия низших позвоночных и лабиринтного органа рыб,
хлоридные клетки жабр круглоротых и рыб (Conte, 1969; Bertmar,
1972; Nakao, 1977; Матей, 1986а, 1990а; Аронова, 1987; Гдовский,
Ружинская, 1988; Becerra, Anadon, 1993).
Железистый компонент жаберного эпителия представлен слизи-
стыми и палочковыми клетками, количество которых определяется
экологией рыб и ионным составом внешней среды. Слизистые и па-
лочковые клетки продуцируют близкий по своему физико-химиче-
скому составу секрет, предохраняющий жабры от механических по-
вреждений и проникновения инфекций. Слизь способствует созда-
нию насыщенной катионами микросреды на поверхности хлоридных
клеток, уменьшает проницаемость жаберного эпителия для ионов,
регулирует коэффициент диффузии газов, обусловливая косвенное
участие слизистых и палочковых клеток в обмене ионов и газов у
пресноводных рыб.
Особый интерес представляют нейроэпителиальные клетки. Бла-
годаря выделению биогенных аминов, в частности серотонина, и кон-
такту с нервными волокнами они могут играть роль регуляторных
элементов, связанных с нервной и гуморальной системами, контро-
лирующими работу жабр.
Различные по структуре и функции клетки жаберного эпителия
рыб объединяются в тканевую систему с помощью межклеточных
контактов. Они не только выполняют интегративные функции, но и
играют изолирующую роль, препятствуя пассивной потере ионов из
эпителия. Это является необходимым условием существования пре-
сноводных рыб, проницаемость тканей которых должна быть мини-
мальной. Структура межклеточных контактов определяется ионным
составом воды, в которой обитает рыба: в жесткой среде клетки вза-
имодействуют между собой с помощью плотного контакта, в мяг-
кой — с помощью соединительного комплекса, последовательно
включающего плотный и промежуточный контакты и десмосомы. Это
обеспечивает прочное и гибкое сцепление клеток, препятствующее
их дезинтеграции.
Морфологические особенности организации жаберного эпителия
рыб различных экологических групп могут рассматриваться как при-
мер адаптации к условиям среды на тканевом и клеточном уровнях.
Часть 2
адаптивные реакции жабр пресноводных рыб
НА ИЗМЕНЕНИЕ МИНЕРАЛЬНОГО СОСТАВА
И ЗАГРЯЗНЕНИЕ ВНЕШНЕЙ СРЕДЫ
I. ФУНКЦИОНАЛЬНАЯ МОРФОЛОГИЯ ЖАБР
ПРЕСНОВОДНЫХ КОСТИСТЫХ РЫБ В СРЕДАХ
С РАЗЛИЧНЫМ УРОВНЕМ МИНЕРАЛИЗАЦИИ И КИСЛОТНОСТИ
Способность пресноводных рыб выживать в водоемах с различным
уровнем оксигенации, минерализации и кислотности чрезвычайно
высока. Она обеспечивается сформированными в ходе эволюции низ-
ших позвоночных адаптивными реакциями, позволяющими этим
животным сохранять постоянство состава внутренней среды. С тех-
ническим прогрессом к спектру естественных стрессорных воздейст-
вий добавились и искусственные, связанные с антропогенным загряз-
нением водных экосистем. На основе генетически заложенных реак-
ций у рыб сформировались механизмы поддержания достаточно
высокого уровня обмена газов и ионов даже в значительно загряз-
ненных водоемах. За счет изменения структуры жабр на органном,
тканевом, клеточном и субклеточном уровнях обеспечивается воз-
можность адаптации к действию повреждающих факторов, т. е. до-
стигается то новое стабильное состояние, при котором функции ор-
гана полностью или частично сохраняются (Evans, 1987; Матей,
1990а; Laurent, Perry, 1991).
Глава 4
ВЛИЯНИЕ МИНЕРАЛЬНОГО СОСТАВА ВОДЫ
НА СТРУКТУРУ И ФУНКЦИИ ЖАБР
ПРЕСНОВОДНЫХ КОСТИСТЫХ РЫБ
Минерализация — один из наиболее значимых экологических
факторов для пресноводных костистых рыб, способных обитать в сре-
дах с очень широким диапазоном концентрации солей. Колебания
солевого состава воды, связанные с гидрохимическими особенностя-
ми водоемов, сезонными флуктуациями, изменениями геолого-по-
чвенных условий, представляют собой наиболее естественный вид
воздействий для пресноводных рыб. Это позволило им выработать в
процессе эволюции эффективные способы приспособления как к из-
бытку, так и к дефициту солей в воде. Комплекс адаптивных реакций
осуществляется всеми компонентами системы водно-солевого обме-
на, но основную функциональную нагрузку несут жабры.
79
Изучение физиологических механизмов адаптации рыб к средам
с различным солевым составом позволяет понять процессы, за счёт
которых поддерживается обмен ионов и сохраняется постоянство со-
става жидкостей организма, независимо от колебания содержания со-
лей во внешней среде. Анализ изменений структуры жаберного эпи-
телия рыб при гипо- и гипертонических нагрузках способствует уточ-
нению границ нормы реакций на эти воздействия. В чисто практи-
ческом плане исследование действия высокой минерализации воды
на ионтранспортирующие органы рыб связано с необходимостью изу-
чения последствий хозяйственной деятельности человека, которая
привела к массовому засолению внутренних водоемов Средней Азии,
южных и юго-западных районов европейской части России и Укра-
ины и гибели в них пресноводных рыб (Карпевич, 1975). Не менее
важно и раскрытие механизмов действия низкой минерализации во-
ды, которая усугубляет эффект загрязнения воды кислотами и соля-
ми металлов, на рыб из слабоминерализованных северных рек и озер
(см.: Laurent, Perry, 1991; Spry, Wiener, 1991; Haines et al., 1992;
Комов, Лазарева, 1994).
4.1. Функциональная морфология жабр пресноводных
костистых рыб в слабоминерализованной воде
4.1.1. Физиологические механизмы
ионной и осмотической регуляции
Необходимым условием существования рыб в слабоминерализо-
ванной воде (суммарное содержание катионов < 6—8 мг/л) является
увеличение скорости активного поглощения ионов и снижение их
пассивной потери через жаберный эпителий (Maetz, 1971; McDonald,
1983; Виноградов и др., 19836; Виноградов, 1988). В Na-транспорти-
рующей системе используются оба механизма, тогда как приспособ-
ление к низкому уровню содержания Са2+ в воде происходит главным
образом за счет изменения кинетических характеристик транспорта
этого иона (Maetz, 1972; Лаврова и др., 1979, Виноградов, 1988).
У рыб в гипотонической среде из-за пассивной потери Na+ и СГ
через жаберный эпителий концентрация ионов в плазме крови сни-
жается, уменьшается ее осмолярность и нарушается волюморегуля-
ция. В деионизированной воде изменяется и концентрация электро-
литов в клетках (Гинецинский, 1961; Наточин, 1965; Виноградов,
1988, 1990). Дефицит ионов в жидкостях организма вызывает выброс
в кровь кортизола, стимулирующего гиперплазию хлоридных клеток
и повышение в них активности Na+, К+-АТФазы (Foskett et al., 1983;
Bornancin et al., 1987; Perry, Laurent, 1989; Madsen, 1990). Это спо-
собствует увеличению Na- и Cl-транспортирующих возможностей
жабр у рыб в среде с недостатком ионов (Mayer-Gostan et al., 1983;
Hobe et al., 1984; Perry, Laurent, 1989; Laurent, Perry, 1991).
Выживание рыб в гипотонической среде определяется уровнем
кальциевого обмена. Его концентрация в плазме крови не изменяется
даже при достаточно длительном содержании рыб в бескальциевых
80
или очень разбавленных средах (Payan et al., 1981). Стабильная кон-
центрация Са2+ в этих случаях может обеспечиваться несколькими
способами. Один из них — гиперплазия хлоридных клеток, сорбиру-
ющих Са2+ из внешней среды (Laurent et al., 1985). Второй — уси-
ление поглощения этого иона из внешней среды хлоридными клет-
ками (Mayer-Gostan et al., 1983; Hobe et al., 1984) благодаря стиму-
ляции ферментных систем, в частности Са2+-активируемой АТФазы
(De Renzis, Bornancin, 1984; Flik et al., 1985, 1993a, 1993b). Третий
способ поддержания постоянного уровня Са2+ в крови актуален для
рыб из деминерализованной среды и заключается в мобилизации его
эндогенных запасов из кальциевых «депо» — чешуи, костей, в кото-
рых у пресноводных рыб содержится около 80 % поглощенного из
воды Са2+ (Ishii, Mugiya, 1983).
Проблема повышения уровня активного поглощения ионов из
мягкой воды решается не только путем увеличения числа и функци-
ональной активности хлоридных клеток. Возможно, более важным
механизмом адаптации рыб к гипотонической среде является огра-
ничение потерь ионов через жаберный эпителий, которые в началь-
ный период ее очень велики (McDonald, Rogano, 1987; Виноградов,
1990). Увеличение проницаемости жаберного эпителия для ионов
связывается с нарушениями ультраструктуры плотных контактов,
вызванными вымыванием кальция из межклеточного цемента и
кальциевых сайтов на поверхности плазмалемм (McDonald, 1983;
Hunn, 1985; Матей, 1990а). Результатом этого может быть редукция
микрогребней и (или) образование в них пор, через которые ионы по
градиенту концентрации диффундируют из эпителия.
«Раскрытие» плотных контактов на ранних этапах адаптации рыб
к среде с дефицитом ионов может быть вызвано и повышением в
плазме крови уровня кортизола, снижающего барьерные свойства
плотных контактов (Forrest et al., 1973; Foskett et al., 1983; Laurent,
Perry, 1990). Первоначальное повышение уровня кортизола вызыва-
ет выброс в кровь его антагониста — пролактина, контролирующего
кальциевый обмен (Ogawa, 1974; Wendelaar Bonga, 1978; Hirano et
al., 1987). В результате этого проницаемость жаберного эпителия
вновь резко снижается. Этот эффект связан в первую очередь с из-
менением специфических Са-зависимых свойств плотных контактов
между эпителиальными клетками жабр. В определенной мере в сни-
жении проницаемости жаберного эпителия для ионов могут прини-
мать участие и многочисленные слизистые клетки, пролиферация
которых стимулируется пролактином. При дефиците солей во внеш-
ней среде возрастает не только объем продуцируемой ими слизи, но
и ее сродство к кальцию за счет увеличения концентрации кальмо-
дулина (Flik et al., 1993b). Совокупность нескольких рассмотренных
выше физиологических механизмов способствует поддержанию в
крови рыб, адаптированных к мягкой воде, достаточно высокой кон-
центрации солей, несмотря на незначительное содержание их во
внешней среде.
Ь В. Е. Матей
81
4.1.2. Адаптивные изменения ультраструктуры жабр
Адаптация рыб к слабоминерализованной или деионизированной
среде влечет за собой изменение не только физиологических, но и
морфологических характеристик жабр. Многолетнее изучение эври-
галинных, преимущественно лососевых, рыб позволило выявить
фундаментальную черту приспособления к гипотонической среде —
гиперплазию хлоридных клеток (Laurent, Dunel, 1980; Hobe et al.,
1984; Laurent et al., 1985; Perry, Wood, 1985; Матей, 1987a; Avella et
al., 1987; Spry, Wood, 1988; Perry, Laurent, 1989; Laurent, Perry,
1991). Значительно меньше известно о внутриклеточных преобразо-
ваниях и состоянии межклеточных контактов, модулирующих про-
ницаемость эпителия жабр для ионов и воды.
Для исследования механизмов адаптации пресноводных рыб к ги-
потонической среде мы провели цикл работ на карасе, окуне и сем-
ге-пестрятке. В них рассматривались не только морфологические
(Матей, 1983, 1987а; Матей, Жабрева, 1989), но и функциональные
компоненты (Виноградов и др., 19836; Тагунов и др., 1984) процес-
сов, обеспечивающих выживание рыб в среде с низким уровнем ми-
нерализации.
Поскольку направленность адаптивных процессов у рыб, относя-
щихся к различным таксономическим и экологическим группам, бы-
ла одинаковой, рассмотрим в качестве примера морфофункциональ-
ные характеристики жабр окуня (Perea fluviatilis L.), помещенного в
дистиллированную воду. Так как какое-то количество солей экскре-
тировалось из тела рыб в воду, а смена ее проводилась через 3—4 ч,
в ней в течение всех 14 сут эксперимента обнаруживались следовые
количества Na+ и Са2+, и в строгом смысле она может рассматри-
ваться как максимально опресненная среда.
Ответная реакция жабр окуня на гипотоническое воздействие ре-
ализовалась по типу трехфазной реакции общего адаптационного
синдрома (Селье, 1960). Длительность первой — «критической» фа-
зы составляла 12 ч. В этот период увеличивается проницаемость для
ионов плотных контактов между хлоридными и респираторными
клетками жаберного эпителия. Применение LaCl3 как индикатора их
состояния показало, что в пресной воде они обладают высокими барь-
ерными свойствами. Метка осаждалась на поверхности клеток, не
проникая в межклеточное пространство (рис. 47, а, см. вкл.). После
перемещения рыб в дистиллированную воду проницаемость плотных
контактов резко увеличивалась и через 6 ч LaCl3 обнаруживался в
просвете тубул ретикулума (рис. 47, б). Подобное состояние плотных
контактов чаще всего связано с дефицитом кальция во внешней среде
(гл. 4.1.1). В начальный период гипотонического стресса нарушаются
и Са-зависимые (Маленков, Чуич, 1979) адгезивные характеристики
плазмалемм клеток эпителия жабр. В экспериментах in vitro на жаб-
рах карася мы установили, что даже 30-минутное экспонирование
органа в дистиллированной воде уменьшает силу сцепления между
клетками в 1.3 раза по сравнению с исходным уровнем (Тагунов и
др., 1984).
Х2
Изменение структурно-функциональных характеристик межкле-
точных контактов в жабрах рыб вызывает массированную потерю
Na+ и СГ и поступление в эпителий воды по градиенту концентра-
ции (Виноградов и др., 19836; Виноградов, 1988). Нарушение про-
цессов волюморегуляции является одной из причин гипертрофии
клеток и самой ткани жаберного эпителия окуня (табл. 4).
Осмотический стресс вызывает не только гипертрофию жаберных
лепестков, но и повышение числа хлоридных клеток в наружном слое
эпителия филамента в течение первых суток действия гипотониче-
ской среды. Гипертрофированные хлоридные клетки (их объем в
среднем в 1.2 раза превышает таковой в контроле) раздвигают ре-
спираторные и выходят на поверхность жабр, вступая в непосредст-
венный контакт с внешней средой (рис. 48, а, б, см. вкл.). В резуль-
тате этого количество таких активно функционирующих ионтранс-
портирующих единиц, относящихся к /?-типу, увеличивается почти
в 1.9 раза по сравнению с контролем.
Вследствие гипертрофии хлоридных клеток меняется конфигура-
ция апикальных ямок: они становятся очень обширными и мелкими,
а образованные складками плазмалеммы микровилли — короткими
и широкими (рис. 48, б; 49, б, см. вкл.). С увеличением площади
поверхности апикального участка плазмалеммы возрастает число
Таблица 4
Изменение морфологических характеристик жаберного эпителия окуня
при действии дистиллированной воды и дистиллированной воды
с добавлением кальция
Характеристи- ка эпителия Контроль /V-12 Дистиллированная вода Дистилли- рованная вода+Са (80 мг/л)
12 ч N-4 1 суг JV-4 4 сут N-4 7 суг AM 10 суг AM 4 суг AM
Высота эпи- телия фила- мента, мкм 8.3±0.7 11.5±1.2* 12.7±0.7* 15.4±1.1* 16.8±0.9* 16.2±0.9 9.1±0.6
Высота ла- меллярного эпителия, мкм Количество хлоридных клеток1 2.1 ±0.5 3.6±0.5* 4.3±0.4* 5.2±0.6* 5.7±0.8* 5.7±0.5* 2.6±0.3
филамент 3.2±0.2 5.9±0.6* 8.1 ± 1.3* 10.1 ±2.7* 7.4± 1.2* 5.5±0.9* 4.5±0.4*
ламелла - 6.2±0.5* 6.8±0.3* 5.1 ±0.9* 4.9±0.4* -
Количество слизистых 2 клеток 5.9±0.4 5.8±0.4 9.4±0.6* 10.5±0.3* 12.2±1.4* 14.7± 1-2* 5.3±0.2
Примечание. * — различия с контролем достоверны (Р < 0.05). N — коли-
чество исследованных рыб. 1 — количество хлоридных клеток на 1 межламеллярный
участок. 2 — количество слизистых клеток на 10 межламеллярных участков.
6*
83
ионных каналов и соответственно ионтранспортирующие возможно-
сти жабр (Perry, Laurent, 1989; Laurent, Perry, 1990). Положитель-
ный эффект на процессы осморегуляции оказывает и концентрация
слизи в полости апикальных ямок хлоридных клеток (рис. 48, б;
49, б).
Несмотря на развитие ряда приспособительных реакций, уровень
сорбции Na+ и СГ в первые часы эксперимента падает (Виноградов
и др., 19836). Мы связываем это с нарушением состояния органоидов
хлоридных клеток, ответственных за транспорт ионов, прежде всего
митохондриального аппарата. Уже через 1 ч с начала воздействия
митохондрии набухают, их матрикс просветляется, нарушается ори-
ентация крист (рис. 49, б). Эти структурные модификации могут
быть вызваны изменениями волюморегуляции клеток. Считается,
что такие митохондрии обладают низкой способностью к накоплению
Са2+ (Соломатина, 1988). Потеря Са2+ митохондриями обусловли-
вает снижение энергетического потенциала клеток и может быть од-
ной из причин угнетения активного поглощения солей. Другая, не
менее важная модификация ультраструктуры хлоридных клеток —
фрагментация тубулярного ретикулума (рис. 49, б). Обычно, по-
мимо уменьшения количества ионных насосов, это снижает актив-
ность их молекулярной основы — АТФазного транспортного комп-
лекса (Philpott, 1980; De Renzis, Bornancin, 1984).
Респираторные клетки, как и хлоридные, подвержены гипертро-
фии, особенно в эпителии респираторных ламелл. В отличие от кле-
ток эпителия филамента у них значительно редуцирован рельеф
микрогребней (рис. 48, б; 49, в). Ультраструктура респираторных
клеток эпителия жабр не обнаруживает существенных отклонений
от нормы: лишь активизируются комплексы Гольджи, продуцирую-
щие «темные» микровезикулы, содержащие полисахаридный матери-
ал (рис. 49, г). Вероятно, это вносит определенный вклад в образо-
вание слизистого покрова на поверхности жабр, хотя основную роль
в этом процессе играют гипертрофированные слизистые клетки.
Вторая фаза адаптивной реакции жабр окуня на дефицит солей в
окружающей среде (период 0.5—4 сут) определяется изменениями
структуры межклеточных взаимодействий, а также качественными
и количественными преобразованиями жаберного эпителия.
Повышение проницаемости плотных межклеточных контактов не
может быть очень длительным, в противном случае это вызвало бы
гипергидратацию и обессоливание организма. Тестирование прони-
цаемости плотных контактов с помощью лантановой метки показало
восстановление их барьерных свойств через 12 ч после перемещения
рыб в дистиллированую воду (рис. 47, в).
Через 1 сут изменяется структура межклеточных соединений: они
представляют собой «терминальный замок», включающий плотный
и промежуточный контакты и десмосому (рис. 47, г). Это преобра-
зование может служить структурной основой ограничения потери
ионов и стабилизации межклеточных взаимодействий, отмеченных
в параллельных физиологических экспериментах (Виноградов и др.,
1984).
84
Снижение проницаемости жаберного эпителия окуня для ионов
коррелировало с изменениями ультраструктуры хлоридных клеток.
Через 1 сут они обнаруживали признаки повышенной функциональ-
ной активности: увеличение числа митохондрий и конденсация их
матрикса, развитие тубулярной сети и гранулярного эндоплазмати-
ческого ретикулума, увеличение степени насыщенности цитоплазмы
свободными рибосомами (рис. 50, а, см. вкл.). Общее число хлорид-
ных клеток увеличивалось в 2.5 раза по сравнению с контролем
(табл. 4). Прекращалось увеличение объемов основных типов кле-
ток, формирующих жаберный эпителий. Обычно в этот период уста-
навливался баланс между потерей и поглощением ионов, обознача-
ющий переход рыб на более низкий, но достаточный для выживания
уровень ионного обмена (Виноградов и др., 19836; Виноградов, 1988).
2-я фаза адаптивных реакций жабр окуня на действие дистилли-
рованной воды связана с фундаментальными преобразованиями жа-
берного эпителия рыб. В результате гиперплазии общее число хло-
ридных клеток увеличивалось почти в 5 раз по сравнению с контро-
лем и они впервые выявились не только в эпителии филамента, но
и в эпителии респираторных ламелл (табл. 4) (рис. 50, б).
Увеличение количества хлоридных клеток в эпителии респира-
торных ламелл первоначально обусловлено осмотическим фактором,
что подтверждается набуханием жаберного эпителия (табл. 4). Ги-
пертрофированные хлоридные клетки, раньше прикрытые отростка-
ми респираторных клеток, выходят на поверхность ламеллы, пре-
имущественно в базальной части (рис. 50, б, в). Пополнение по-
пуляции хлоридных клеток в эпителии жабр происходит за счет
активации пролиферативной активности клеток базального слоя.
Вероятно, это стимулируется выбросом кортизола, пусковым меха-
низмом которого служит снижение концентрации Na+ в плазме кро-
ви рыб (см. гл. 3.1.2). Созревая, хлоридные клетки мигрируют к по-
верхности эпителия филамента. Через 4—5 сут — срок, в течение
которого эти клетки формируются полностью (см. гл. 3.1.5), они не
только насыщают эпителий филамента окуня, но и распределяются
по всей поверхности респираторных ламелл (рис. 51, а, см. вкл.). Та-
ким образом, на 2-й фазе адаптации к дистиллированной воде хло-
ридные клетки в жабрах окуней представлены а- и //-формами (см.
гл. 3.1.2). cr-хлоридные клетки ламеллярного эпителия имеют упло-
щенную форму, почти гладкую апикальную мембрану, многочислен-
ные митохондрии и слегка набухшие тубулы ретикулума. Их цито-
плазма насыщена рибосомами и характеризуется повышенной элек-
тронной плотностью (рис. 50, в). Эти клетки часто взаимодействуют
с базальной пластинкой, отграничивающей капилляр от эпителия.
//-хлоридные клетки эпителия филамента не изменяют ультра-
структуру после 24 ч пребывания рыб в дистиллированной воде
и характеризуются интенсивным развитием тубулярного ретику-
лума, обилием митохондрий и обширной апикальной поверхно-
стью (рис. 51, а, б). Комплексы Гольджи продуцируют многочислен-
ные светлые везикулы, сливающиеся с апикальной плазмалеммой
хлоридных клеток. Возможно, они представляют резерв для увели-
85
чения количества микровилли на поверхности клеток и, следователь-
но, для «полимеризации» ионных каналов (Laurent, Perry, 1991). По-
мимо зрелых эпителий филамента содержит и молодые «темные»
клетки.
Жаберные лепестки пресноводного стеногалинного окуня, содер-
жащие обширную популяцию хлоридных клеток на поверхности эпи-
телия филамента и респираторных ламелл, выглядят так же, как у
эвригалинных лососевых, обитающих в горных ручьях с мягкой во-
дой или подвергнутых действию деминерализованной среды (Laurent
et al., 1985; Perry, Laurent, 1989; Laurent, Perry, 1991).
Включение хлоридных клеток в ламеллярный эпителий изменяет
не только морфологические, но и функциональные характеристики
жабр. Поскольку суммарная площадь респираторных ламелл почти
в 30 раз выше таковой филамента (Girard, Payan, 1980), концент-
рация хлоридных клеток на их поверхности переносит основной объ-
ем процессов ионного обмена из первичного во вторичный отдел эпи-
телия. Именно изменением качественного состава ламеллярного эпи-
телия, насыщенного хлоридными клетками, а не способностью ре-
спираторных клеток к активному поглощению ионов, объясняется
тот факт, что основные количества Са2+ и Na+ в этой ситуации
транспортируются через артерио-артериальную кровеносную систе-
му (Perry, Wood, 1985; Bornancin et al., 1987).
Перемещение хлоридных клеток в ламеллярный эпителий имеет
большой физиологический смысл, так как обменные процессы в нем,
благодаря высокой эффективности ирригации жабр и тонкому тка-
невому барьеру между внутренней и внешней средой, протекают бо-
лее интенсивно, чем в эпителии филаментов. В то же время хло-
ридные клетки, обладающие обширной апикальной поверхностью,
уменьшают общую диффузионную поверхность жабр (Laurent,
Hebibi, 1989; Bindon et al., 1992). Таким образом, приоритетной
функцией респираторных ламелл при адаптации к низкой минера-
лизации среды становится регуляция обмена ионов, а не дыхание.
Адаптация окуней к гипотоническому стрессу сопровождается
увеличением числа и функциональной активности слизистых клеток
(табл. 4). Стимуляция их размножения может быть вызвана повы-
шением в крови рыб уровня пролактина, одновременно ограничива-
ющего дифференцировку хлоридных клеток (Ogasawara, Hirano,
1984; Hirano et al., 1987).
Эффектом пролактина может в определенной степени объяснять-
ся и низкая проницаемость жаберного эпителия для ионов. К числу
регулируемых им Са-зависимых процессов можно отнести и дальней-
шее усложнение структуры межклеточных комплексов. Оно проис-
ходит за счет увеличения числа десмосом, повышающих эффектив-
ность клеточной адгезии (рис. 52, а, см. вкл.). В зоне неспециа-
лизированных соединений, в области базальной пластинки, отмеча-
ются расширения межклеточных пространств, которые достигают
60—70 нм по сравнению с 20 нм в контроле (рис. 52, б, в). Это не
оказывает влияния на общую проницаемость эпителиального пласта,
регулирующуюся состоянием плотных контактов, но может сни-
86
жать силу сцепления между клетками (Виноградов и др., 19836; Та-
гунов и др., 1984).
На 3-й фазе адаптивных реакций (период 7—14 сут) число хло-
ридных клеток в эпителии респираторных ламелл и филаментов
уменьшается и одновременно возрастает количество слизистых кле-
ток в эпителии филамента (табл. 4). Вероятно, это отражает изме-
нение баланса между содержанием в крови кортизола и пролактина
в пользу последнего. Гиперплазия и высокая функциональная актив-
ность слизистых клеток обусловливают высокую концентрацию сли-
зи на поверхности жабр (рис. 53, см. вкл.).
Слизистые клетки — не единственные железистые компоненты
жаберной ткани. Начиная с 7-х суток воздействия в межламеллярной
зоне филамента выявляются зрелые палочковые клетки (рис. 54, а,
см. вкл.), секрет которых входит в состав полианионной слизи, по-
крывающей поверхность жабр (гл. 3.1.4).
В условиях солевой недостаточности клетки жаберного эпителия
начинают функционировать как своеобразные осмометры и значи-
тельно увеличиваются в объеме. Это находит отражение в сглажива-
нии рельефа поверхности респираторных клеток (рис. 53). Макси-
мальных размеров достигают и хлоридные клетки, поверхность ко-
торых становится выпуклой, чрезвычайно обширной, а микровилли
приобретают вид небольших бугорков (рис. 53).
Нарушение волюморегуляции сказывается и на состоянии ор-
ганоидов хлоридных клеток. Некоторые клетки на поверхности
эпителия филамента и респираторных ламелл содержат расширен-
ные митохондрии с раздутыми кристами, диаметр трубочек тубу-
лярной сети увеличивается в 1.5 раза по сравнению с контролем
(рис. 54, б).
Однако большая часть хлоридных клеток в наружном и промежу-
точных слоях эпителия филаментов имеет обычную ультраструктуру
(рис. 54, в). Возможно, они осуществляют основной объем сорбции
ионов при длительном пребывании рыб в среде с чрезвычайно низким
уровнем минерализации.
Межклеточные взаимодействия в жаберном эпителии окуней на
этом этапе эксперимента не отличаются от таковых в период 1 —
4 сут действия дистиллированной воды. В базальной части эпителия
филаментов и респираторных ламелл отмечаются локальные отсло-
ения ткани от базальной пластинки, но наружные слои обоих отделов
жаберного эпителия компактны.
Хорошо развитые соединительные комплексы непроницаемы для
солей (рис. 54, г). Минимальная возможность утечки ионов из эпи-
телия имеет решающее значение для выживания рыб в условиях дли-
тельной деминерализации внешней среды. Поддержание изолирую-
щих свойств плотных контактов, вероятно, осуществляется на орга-
низменном уровне и может быть связано с мобилизацией эндогенного
Са2+ и других ионов в случае их отсутствия во внешней среде.
Изменение структуры жабр, по-видимому, является одной из
причин респираторных нарушений у рыб из мягкой воды (Bindon et
87
al., 1992; Gonzalez, McDonald, 1992). Увеличение количества и мно-
гократное возрастание апикальной поверхности хлоридных клеток
сокращает площадь для диффузии газов через жаберные ламеллы.
Значительная гипертрофия эпителиальной ткани (табл. 4) увеличи-
вает барьер между кровью и внешней средой. Ухудшает диффузион-
ные характеристики жабр и пленка слизи, покрывающая поверх-
ность органа (см. гл. 3.1.3). Поддержание газообмена на уровне,
достаточном для выживания рыб в среде с чрезвычайно низким со-
держанием солей, может происходить как за счет усиления кровооб-
ращения, о чем свидетельствует гиперемия жабр, так и путем изме-
нения гематологических характеристик.
4.1.3. Влияние экзогенного кальция на ультраструктуру жабр
Исследование влияния минерального состава воды на жабры ко-
стистых рыб выявило ведущую роль наружного Са2+ в поддержании
водно-солевого и кислотно-щелочного обменов в этом органе (Fein-
blatt, 1982; Campbell, 1983; Hunn, 1985; Виноградов, 1988, 1990; Со-
ломатина, 1988). Ионы кальция, образуя прочные соединения с бел-
ком, фосфолипидами и органическими кислотами, не только играют
пластическую роль, но и влияют на многие физиологические и био-
химические процессы в организме рыб.
Кальций абсолютно необходим для существования многоклеточ-
ной системы жаберного эпителия как единого целого. Он представ-
ляет собой основной минеральный компонент наружных клеточных
мембран и межклеточного цемента, объединяющих клетки в ткань,
обеспечивает конформационные свойства и проницаемость клеточ-
ной поверхности, определяет сложный механизм межклеточной
адгезии (см.: Маленков, Чуич, 1979; Снигиревская, Комиссарчик,
1980; Hunn, 1985; Соломатина, 1988). Наконец, именно кальций за-
пускает сложную систему гормональной регуляции, поддерживая оп-
ределенное соотношение между числом хлоридных и слизистых кле-
ток в эпителии жабр, контролирует проницаемость эпителиального
пласта (Clarke, Bern, 1980; Foskett etal., 1981, 1983; Ogasawara, Hi-
rano, 1984; Pang, Pang, 1986).
Ведущая роль кальция в организации структуры жабр пресновод-
ных рыб была подтверждена нами экспериментально. При внесении
в дистиллированную воду Са2+ в концентрациях 80 мг/л у исследо-
ванных нами окуней (гл. 4.1.2) макро- и микроструктура жаберного
эпителия полностью нормализовалась через 4 сут. Толщина жабер-
ного эпителия, количество и характер распределения хлоридных кле-
ток были близки к таковым у рыб из обычной пресной воды (табл. 4).
Ультраструктура хлоридных //-клеток в эпителии филаментов жабр
не отличалась от контроля, апикальная поверхность клетки образо-
вывала ямку с немногочисленными микровилли (рис. 55, а, б, см.
вкл.). Число слизистых клеток в эпителии филамента было невели-
ко, но они характеризовались достаточно высокой функциональной
активностью. Возможно, уменьшение их численности было связано
с тем, что избыток Са2" в среде угнетает активность пролактиновых
88
клеток аденогипофиза, регулирующих размножение слизистых эле-
ментов эпителия жабр (Pang, Pang, 1986). Рельеф поверхности и
ультраструктура респираторных клеток практически не отличались
от контрольных.
Внесение Са2+ в дистиллированную воду стабилизирует межкле-
точные взаимодействия в жаберном эпителии окуня. Апикальные со-
единительные комплексы у них представлены хорошо развитыми не-
проницаемыми «терминальными замками», связанными с микрофи-
ламентами терминальной сети, многочисленные десмосомы скрепля-
ют базальную пластинку и эпителиальную ткань (рис. 55, в, г).
Компактность эпителиальной ткани коррелирует с восстановлением
адгезивных характеристик эпителиальных клеток: сила сцепления
между ними в воде с концентрацией Са > 40 мг/л не отличается от
контрольного показателя (Тагунов и др., 1984). Этот эффект, веро-
ятно, определяется не только состоянием плазмалемм контактирую-
щих клеток, но и восстановлением состава межклеточного цемента.
Комплекс адаптивных преобразований жаберного эпителия рыб в
среде, насыщенной Са2+ и лишенной других катионов, является
структурной основой для активной сорбции ионов из внешней среды
и ограничения их потери через жабры (Виноградов и др., 19836; Ви-
ноградов, 1988).
Таким образом, в отсутствие других ионов кальций обеспечивает
сохранность всех элементов жаберного эпителия. Вероятно, он явля-
ется необходимым компонентом постоянства числа и объемов клеток
эпителия жабр, а также нормализует их ультраструктуру, создавая
морфологическую базу для осуществления процессов газо- и ионооб-
мена. Присутствие ионов кальция во внешней среде является необ-
ходимым условием для поддержания низкой проницаемости эпите-
лия для ионов и его высоких адгезивных характеристик.
4.2. Физиологические и морфологические аспекты
ионной и осмотической регуляции у пресноводных рыб
в среде с повышенной соленостью
Адаптация эвригалинных рыб к гипертоническим нагрузкам хо-
рошо изучена (см. гл. 3.1.2). Она заключается в интенсивной экскре-
ции избытка солей из жабр во внешнюю среду. Na+, а возможно и
Са2 + , выходит из эпителия парацеллюлярным путем, через межкле-
точные контакты. Утечка Na+ у эвригалинных рыб при адаптации к
морской воде увеличивается десятикратно по сравнению с исходным
уровнем (Evans, 1977). Необходимым условием для этого является
развитие в эпителии филамента обширной популяции хлоридных
клеток, ббльшая часть которых объединена в хлоридные комплексы,
в которых /3-хлоридные и дополнительные клетки связаны высоко-
проницаемыми плотными контактами. Активность Na+, К+-АТФазы
в хлоридных клетках эвригалинных рыб в соленой воде значительно
выше, чем в пресной, так как процесс экскреции ионов более энер-
гоемкий, чем их сорбция. СГ в отличие от Na+ транспортируется
наружу трансцеллюлярным путем, главным образом благодаря
89
СГ/НСО^-ионообменному механизму. Регуляция клеточного соста-
ва и проницаемости жаберного эпителия для ионов осуществляется
нейроэндокринной системой; ведущую роль в этих процессах играет
гормон интерреналовой железы кортизол.
Реакции стеногалинных пресноводных рыб на солевые воздейст-
вия изучены гораздо хуже, чем у эвригалинных видов. Известно, что
пресноводные рыбы способны регулировать обмен ионов в небольшом
диапазоне повышения солености, но резистентность их к осмотиче-
скому стрессу различна. Если плотва и тиляпия адаптируются к
«критической» (по: Хлебович, 1974) солености в 5—8 %о, то окунь и
щука могут переносить повышение концентрации солей до 10 %о
(Berzins, 1949; Lutz, 1972; Oikari, 1978). В воде, соленость которой
превышает 15 %о, гибель пресноводных рыб происходит очень быст-
ро — за 6—12 ч (Hwang, Hirano, 1985; Hwang, 1987).
Пресноводные рыбы в соленой воде в отличие от эвригалинных
не меняют гиперосмотический тип осморегуляции на гипоосмотиче-
ский (Lutz, 1972). Увеличение скорости поступления Na+ и СГ из
внешней среды повышает внутри- и внеклеточное содержание этих
ионов (Wilkes, McMahon, 1986). Концентрация СГ превышает тако-
вую Na+, в результате чего снижаются ионная сила и концентрация
бикарбоната в плазме крови и резко падает величина pH. Для пред-
отвращения критической ситуации пресноводным рыбам необходимо
уравновесить избыток поступления ионов и восстановить кислотно-
щелочное равновесие. Можно предположить, что, как и у эвригалин-
ных рыб, это осуществляется парацеллюлярным путем, через мак-
симально проницаемые плотные контакты между клетками так на-
зываемого хлоридного комплекса, образующегося у пресноводных
рыб в соленой воде (Матей, Харазова, 1983; Hwang, Hirano, 1985;
Hwang, 1988). Через них могут удаляться из эпителия избыточные
количества Н+ и NHJ (Evans et al., 1989). Согласно этой гипотезе,
основное назначение хлоридного комплекса состоит не только в обес-
печении сорбции ионов, но и в поддержании кислотно-щелочного ба-
ланса — наиболее древнего регуляторного механизма в жабрах пре-
сноводных рыб, адаптированных к соленой воде (Evans, 1975, 1984а,
1984b; Kirschner, 1980; Evans, Cameron, 1986). Восстановление ды-
хательных функций жабр основывается на поддержании высоких
значений гематокрита, кислородного сродства и объемов эритроцитов
(см.: Walker et al., 1989).
Морфологические основы адаптации пресноводных рыб к повы-
шению солености долгое время были изучены недостаточно. На ос-
новании немногочисленных светооптических исследований предпо-
лагалось, что ведущую роль в процессах обмена ионов играют хло-
ридные клетки, количество которых в жаберном эпителии увеличи-
вается при повышении солености (Liu, 1942; Das, Srivastava, 1978;
Zaccone, 1981). Однако первое цитологическое исследование не об-
наружило существенных отклонений от нормы в ультраструктуре
хлоридных клеток жабр карася при длительном воздействии на рыб
сильно разбавленной морской воды (Kikuchi, 1977). Гипотеза об уча-
Q0
стии хлоридных клеток жабр пресноводных рыб в обмене ионов при
солевой нагрузке подверглась сомнению, и было высказано предпо-
ложение о том, что роль ионтранспортирующих элементов у них мо-
гут играть не хлоридные, а респираторные (Girard, Payan, 1980) или
даже слизистые (Zaccone, 1981) клетки. В то же время были получе-
ны данные о высокой реактивности хлоридных клеток карася на пер-
вых минутах повышения солености внешней среды (Алмагамбетов,
1979). Изучение последствий более длительной (10 сут) осмотиче-
ской нагрузки на жабры пресноводных карася и окуня позволило
представить спектр адаптивных реакций на этот вид воздействий на
органном, тканевом и клеточном уровнях (Матей, Харазова, 1983;
Матей, 19866).
Оба вида исследованных рыб успешно адаптировались к действию
повышенной солености среды: 7 %0 — Для окуня, 10 %о — Для кара-
ся. Как и при низкой минерализации воды, ответная реакция жабр
рыб на солевое воздействие может быть условно разделена на 3 фазы.
На первой фазе (до 1 сут) увеличиваются размеры жаберных ле-
пестков. Это вызвано гипертрофией жаберного эпителия (табл. 5) и
гиперемией органа. Первая, вероятно, отражает нарушения волюмо-
регуляции в результате гипертонического стресса, особенно выра-
женные в хлоридных и слизистых клетках. Гиперемия может стиму-
лироваться повышением уровня катехоламинов в плазме крови, ха-
рактерным для ответной реакции нейроэндокринной системы рыб на
повышение солености воды (Primett et al., 1986).
Наибольшей чувствительностью к действию гипертонического
фактора среды, как и гипотонического (см. гл. 4.1.2), характеризу-
Таблица 5
Изменение морфологических характеристик жаберного эпителия карася
в среде с повышенной соленостью (10 %0)
Характеристика эпителия Контроль N- 12 0.5 сут /V-4 1 сут /V-4 3 сут /V 4 7 суг /V-4
Высота эпите- лия филамен- та, мкм 7.3±0.5 7.7±0.1 6.9±0.4 6.6±0.3 6.4±0.3*
Высота ламел- лярного эпи- телия, мкм 2.5±0.2 2.9±0.2 1.8±0.2* 2.4±0.2 2.0±0.1*
Количество хлоридных клеток1 2.6±0.4 2.4±0.5 5.2+0.8» 8.3± 1.1* 13.8± 1 .!♦
Количество слизистых клеток2 4.6±0.3 5.4±0.6 3.2±0.3* 3.1 ±0.3* 2.6±0.4*
Примечание. ♦ — различия с контролем достоверны (Р 0.05). N — коли-
чество исследованных рыб. 1 — количество хлоридных клеток на 1 межламеллярный
Участок. 2 — количество слизистых клеток на 10 межламеллярных участков.
91
ются хлоридные клетки, в особенности органоиды, непосредственно
участвующие в транспорте ионов: митохондрии и тубулярный рети-
кулум. Через 1 ч воздействия в большинстве хлоридных клеток на-
ружного слоя эпителия филамента митохондрии набухшие, вакуо-
лизированные, со светлым матриксом и расширенными кристами
(рис. 56, а, см. вкл.). В начальный период солевого воздействия (до
12 ч) процессы набухания и конденсации матрикса митохондрий че-
редуются. Это отражает колебания их энергетического потенциала
(Митюшин, Козырева, 1978) и может свидетельствовать об опреде-
ленной адаптационной пластичности этого органоида. Митохондрии
локализуются в ячейках плотно анастомозированного тубулярного
ретикулума (рис. 56, б). По степени насыщенности цитоплазмы ту-
булами ретикулума и митохондриями хлоридные клетки пресновод-
ных и эвригалинных рыб из воды с повышенной соленостью трудно-
различимы. Можно предположить, что в обоих случаях существует
прямая корреляция между развитием тубулярного ретикулума и
активностью Na+, К+-АТФазы, являющейся молекулярной основой
ионных насосов (см. гл. 3.1.2). Увеличение числа последних может
обеспечить успешное выведение ионов против градиента концентра-
ции во внешнюю среду. В пользу этого косвенно свидетельствует
сближенность тубул ретикулума и митохондрий, способствующая бо-
лее интенсивному переносу АТФ из митохондрий в ионные насосы,
локализованные на мембранах тубулярного ретикулума.
В хлоридных клетках жабр карася на 1-й фазе солевого воздей-
ствия развиваются многочисленные комплексы Гольджи и расширя-
ется тубуло-везикулярная зона (рис. 56, в). Входящие в ее состав
«темные» микропузырьки с мукополисахаридным содержимым при-
нимают участие в формировании пленки слизи на поверхности жабр,
а «гладкие» — в транспорте метаболитов, в частности конечных про-
дуктов азотистого обмена — NH3 и NHJ (Pisam et al., 1983).
В этот период в хлоридных клетках изменяется ультраструктура
органоидов, ответственных за пластический обмен. Значительного
развития достигает гранулярный эндоплазматический ретикулум, в
цитоплазме возрастает концентрация свободных рибосом (рис. 56, г).
Повышение интенсивности синтеза белка подтверждается авторадио-
графическими исследованиями на жабрах карася (Матей, Харазова,
1983). Кратковременное угнетение синтетической активности можно
рассматривать как первичный ответ клетки на стрессовое воздейст-
вие (рис. 57, А). Преобразования ядерного аппарата — смещение яд-
рышка к ядерной мембране, расширение перинуклеарного простран-
ства и отшнуровывание участков наружной ядерной мембраны, слу-
жащей матрицей для пролиферации каналов ГЭР, соответствуют по-
вышению синтеза РНК. Максимальный уровень включения в клетки
3Н-уридина регистрируется через 12—14 ч эксперимента (рис. 57,
Z>), когда общая поверхность ядра увеличивается за счет глубоких
инвагинаций, а в кариоплазме происходит перераспределение глыбок
гетерохроматина (рис. 56, д). Возрастание интенсивности синтеза
белка и РНК в хлоридных клетках при гипертонической нагрузке
92
Рис. 57. Включение 3Н-глицина (Л) и 3Н-уридина (Б) в клетки жаберного эпите-
лия карася при повышении солености, 10 %о (по: Матей, Харазова, 1983).
По оси абсцисс — время выдерживания рыб в воде с повышенной соленостью, ч; по
оси ординат — число зерен серебра на единицу площади, % от контроля. Сплош-
ная линия — опыт, прерывистая —контроль, вертикальные отрезки — 95%-ные до-
верительные интервалы.
является показателем репаративных процессов и рассматривается
как компонент адаптивной реакции на клеточном уровне.
В течение 1-х суток солевого воздействия у карася и окуня про-
исходит прогрессирующее развитие апикальных ямок хлоридных
клеток. Они становятся очень глубокими (до 4 мкм), и длинные мик-
ровилли почти полностью погружаются в их полость (рис. 58, а,
см. вкл.). Это происходит одновременно с восстановлением первона-
чального объема хлоридных клеток, следующим за кратковременным
(6 ч) периодом их набухания. Аналогичные преобразования отмече-
ны и при адаптации эвригалинных рыб к соленой воде (Hossler, 1980;
Hossler et al., 1985; Laurent, Perry, 1991). Вероятно, они отражают
волюморегуляторные изменения, развивающиеся в клетках в ответ
на гипертонический стресс.
В 1-е сутки солевого воздействия заметную роль в адаптивных
реакциях жаберного эпителия играют слизистые клетки. Как и хло-
ридные, они увеличиваются в объеме (в 1.2 раза по сравнению с кон-
тролем) и из промежуточных слоев эпителия выходят на его поверх-
ность (рис*59, а, б, см. вкл.). Это создает эффект, который можно
93
расценить как увеличение общего количества слизистых клеток в
эпителии филамента, хотя на самом деле происходит лишь их пере-
группировка (табл. 5). Клетки характеризуются высокой функцио-
нальной активностью и непрерывно выводят на поверхность жабр
крупные глобулы слизи (рис. 59, в). Содержимое последних в зави-
симости от типа эпителия и физиологического состояния слизистых
клеток обладает различной степенью вязкости (Zuchelkowski et al.,
1985). По-видимому, в данном случае слизь недостаточно густая.
Она способна конденсироваться лишь в глубоких апикальных ямках
хлоридных клеток, но не образует скоплений в микрожелобках ре-
спираторных, как при деминерализации воды, и, следовательно, не
влияет на респираторные характеристики жабр.
На 2-й фазе адаптивной реакции (период 1—3 сут) высота эпи-
телия филамента и величина диффузионного барьера в респиратор-
ных ламеллах уменьшаются (табл. 5). Объемы хлоридных и слизи-
стых клеток сокращаются, как и у эвригалинных рыб при адаптации
к гипертонической среде (Laurent, Hebibi, 1989).
Ультраструктура хлоридных клеток свидетельствует об их высо-
кой функциональной активности. Интенсивность синтеза белка до-
стигает максимума, тогда как процент клеток, меченных 3Н-уриди-
ном, постепенно снижается (рис. 57, 4, Б). Клетки базального слоя
эпителия филамента обнаруживают высокую митотическую актив-
ность, и к 3-м суткам воздействия в промежуточных слоях эпителия
филаментов у карася присутствует довольно много молодых «тем-
ных» форм (см. гл. 3.1.2). В результате общая численность хлорид-
ных клеток возрастает (табл. 5).
В этот период количество слизистых клеток на поверхности эпи-
телия филамента уменьшается (табл. 5). Их молодые формы, распо-
ложенные в промежуточных эпителиальных слоях, также немного-
численны. Это может свидетельствовать об угнетении процессов раз-
множения слизистых клеток, что коррелирует с данными о подавле-
нии секреции пролактина в соленой воде (см.: Laurent, Perry, 1990).
Уменьшается и концентрация слизи на поверхности жабр. Наряду с
изменением гематологических характеристик жабр (см.: Walker et
al., 1989), усилением кровообращения и сокращением расстояния
между кровью и внешней средой это способствует повышению ин-
тенсивности газообмена.
На 3-й фазе (период 3—10 сут) в эпителии жабр происходят ос-
новные изменения, определяющие успех адаптации пресноводных
рыб к гипертоническому стрессу и свидетельствующие о системной
реакции эпителия на данное воздействие. Ключевым звеном ее яв-
ляется образование хлоридных комплексов. Если в слабоминерали-
зованной воде молодые хлоридные клетки в эпителии филаментов
развивались изолированно от зрелых форм, то в соленой — обяза-
тельно в контакте с ними. Эти клетки, в соответствии со своей струк-
турой классифицирующиеся как «дополнительные», посылают отро-
стки к поверхности эпителия. Переплетаясь со зрелыми хлоридными
клетками, они образуют хлоридные комплексы, включающие 3 и бо-
лее клеток (рис. 60, а, см. вкл.). Последние объединены общей об-
Q4
щирной (8—12 мкм в диаметре) апикальной ямкой, в глубине кото-
рой присутствуют немногочисленные округлые выступы — наруж-
ные участки отростков дополнительных клеток (рис. 58, б). Клетки
комплекса соединены очень короткими плотными контактами
(рис. 60, б, в), обладающими высокой проницаемостью для ионов.
Впервые обнаруженные нами у пресноводных рыб при соленост-
ных адаптациях (Матей, Харазова, 1983) хлоридные комплексы по
своей структуре идентичны таковым у эвригалинных видов (см.: Sar-
det et al., 1979; Laurent, Dunel, 1980; Laurent, Perry, 1991). Время
их формирования (около 5 сут) не зависит от экологии рыб (Матей,
Харазова, 1983; Laurent, 1984). За этот срок хлоридная клетка, вы-
селившаяся из базального слоя эпителия филамента, не только про-
ходит путь к поверхности, но и полностью завершает дифференци-
ровку (Chretien, Pisam, 1986; Матей, Харазова, 1993).
Интенсивность пролиферативных процессов хлоридных клеток,
стимулируемая кортизолом, при осмотической нагрузке очень высо-
ка. У карася через 7 сут содержания в соленой воде общее число хло-
ридных клеток (с учетом дополнительных) увеличивается в 5 раз по
сравнению с контролем (табл. 5). Как и у эвригалинных лососевых
(Pisam et al., 1988), около 70 % этих клеток у карася и окуня объ-
единено в хлоридные комплексы. Существенное различие между
структурой жаберного эпителия у рыб из соленой и дистиллирован-
ной воды состоит в том, что в первом случае хлоридные клетки рас-
пределены только в эпителии филамента и отсутствуют в респира-
торных ламеллах.
Одиночные и объединенные в комплексы хлоридные клетки, по-
видимому, обладают достаточно высокой функциональной активно-
стью. Обилие митохондрий и развитие тубулярной сети, насыщен-
ность апикальной зоны цитоплазмы микровезикулами могут рас-
сматриваться как морфологический базис для ионообменных процес-
сов в жабрах рыб при адаптации к «критической» солености (рис. 60,
а, г). Постепенное снижение показателей интенсивности синтеза
белка и РНК в клетках (рис. 57, А, Б) свидетельствует в пользу ста-
билизации функционального состояния клеток.
В наших экспериментах увеличение численности хлоридных кле-
ток совпадает с уменьшением содержания слизистых клеток в эпи-
телии филамента (табл. 5). Аналогичные результаты получены в
большинстве исследований на адаптированных к соленой воде эври-
галинных рыбах (см.: Zaccone, 1981; Laurent, 1984; Laurent, Perry,
1991). В то же время есть сведения о том, что количество слизистых
клеток при осмотических нагрузках не меняется или даже увеличи-
вается (см.: Laurent, Hebibi, 1989). В любом случае функциональная
активность слизистых клеток остается достаточно высокой.
На 3-й фазе адаптивных реакций пресноводных рыб на повыше-
ние солености среды впервые отмечаются изменения ультраструкту-
ры поверхности респираторных клеток, которые, как считалось рань-
ше (Kikuchi, 1977; Zaccone, 1981), не реагируют на солевые стрессы.
Характер реакции зависит от принадлежности респираторных клеток
к определенному отделу эпителия жабр. В эпителии филамента
95
сложный наружный рельеф респираторных клеток сохраняется, но
на поверхности ламелл он постепенно редуцируется, так что к 5-м
суткам воздействия на поверхности этого отдела эпителия выявля-
ются только границы клеток (рис. 58, в). Различия в ответной реак-
ции респираторных клеток эпителия филаментов и ламелл, вероят-
но, связаны с их функциональными характеристиками. В первом
случае хорошо развитые микрогребни способствуют удержанию
пленки слизи, которая выполняет не только защитные функции, но
и играет определенную роль в осморегуляции (см. гл. 3.1.3). В ла-
меллярном эпителии, через который идет основной газообмен, глад-
кая поверхность респираторных клеток затрудняет концентрацию
слизи, которая могла бы препятствовать диффузии газов.
Начиная с 7-х суток соленостной адаптации отмечается неболь-
шое, но достоверное уменьшение высоты жаберного эпителия, и в
частности ламеллярного, определяющего диффузионное расстояние
между кровью и внешней средой (табл. 5). Это является следствием
уменьшения объемов эпителиальных клеток. В результате истонче-
ния эпителия филамента длина респираторных ламелл, нижняя
часть которых погружена в эпителиальную ткань, увеличивается.
Возрастание общей диффузионной поверхности и уменьшение вод-
но-тканевого барьера стимулируют интенсивность газообмена в жаб-
рах рыб (Hughes, 1984; Laurent, Hebibi, 1989). Тот факт, что вся
поверхность ламелл у рыб из соленой воды занята только респира-
торными клетками, также повышает диффузионные возможности ор-
гана.
4.3. Заключение
Несмотря на функциональные различия, адаптивные перестройки
жабр пресноводных рыб в средах с различным уровнем солености
имеют ряд общих черт. Адаптация к изменению минерального соста-
ва воды независимо от таксономического положения рыб и их эко-
логии на ранних этапах обеспечивается внутриклеточными преобра-
зованиями, дальнейшее приспособление происходит за счет систем-
ной реакции эпителия жабр.
В соленой, как и в дистиллированной, воде наибольшей реактив-
ностью обладают хлоридные клетки. В первые часы воздействия в
них осуществляются типичные стрессорные реакции, затрагивающие
митохондриальный аппарат и тубулярный ретикулум. Нарушение
ультраструктуры этих органоидов коррелирует с угнетением погло-
щения Na+ у этих рыб на ранних этапах действия осмотического
фактора (Виноградов и др., 19836). В дальнейшем (0.5—7 сут) в ги-
по- и гипертонической среде изменения ультраструктуры хлоридных
клеток свидетельствуют о повышении их функциональной активно-
сти. Увеличение числа митохондрий обеспечивает более высокий
энергетический уровень, увеличение протяженности апикальной
плазмалеммы (за счет значительной выпуклости в дистиллированной
или вогнутости — в соленой воде) — возрастание числа ионных ка-
налов, а развитие тубулярного ретикулума — ионных насосов. За
96
счет повышения интенсивности синтеза белка и РНК поддерживает-
ся высокая метаболическая активность и осуществляются репара-
тивные процессы в клетках.
Существенные различия в реакции хлоридных клеток опреде-
ляются природой фактора, действующего на клетку. Нарушение
волюморегуляции в клетках жаберного эпителия рыб, адаптирован-
ных к дистиллированной воде, приводит к прогрессирующему
увеличению объема, а в соленой — к первоначальному уменьшению
и последующей стабилизации его на уровне, близком к контроль-
ному. Изменение объемов хлоридных клеток, вызванное колеба-
ниями осмотического градиента между внутренней и внешней сре-
дой, характерно не только для пресноводных (Матей, Харазова,
1983; Матей, 1986в, 1987а), но и для эвригалинных рыб при повы-
шении и снижении солености (см.: Laurent, Hebibi, 1989; Laurent,
Perry, 1991). Нарушения волюморегуляции в зависимости от тонич-
ности воды характерны и для других компонентов жаберного эпи-
телия. В дистиллированной воде гипертрофия респираторных клеток,
завершающаяся редукцией поверхностных микрогребней, вносит
решающий вклад в увеличение диффузионного барьера и является
одной из причин угнетения дыхания рыб. В среде с повышенной со-
леностью объемная регуляция более эффективна, диффузионное рас-
стояние в жабрах остается небольшим, что предполагает интенсив-
ный газообмен.
Одна из наиболее важных реакций жабр на изменение минераль-
ного состава воды — гиперплазия эпителиальных клеток. Она под-
держивается усилением пролиферативной активности недифферен-
цированных клеток эпителия филамента и контролируется гормо-
нальным путем. В случае повышения солености преобладающее
действие на темпы размножения и дозревания клеток оказывает
кортизол, а при деминерализации — его антагонист — пролактин
(Bern, 1975; Wendelaar Bonga et al., 1976; Foskett et al., 1983; Pang,
Pang, 1986; Hirano etal., 1987; Laurent, Perry, 1990). Пролактин сти-
мулирует пролиферацию слизистых клеток, выводящих на поверх-
ность жабр насыщенную катионами слизь с высоким содержанием
кальмодулина, специфичного к кальцию. Одновременно он снижает
проницаемость жаберного эпителия для ионов и воды, что чрезвы-
чайно важно для рыб, обитающих в воде, бедной минеральными ком-
понентами. Кортизол инициирует размножение хлоридных клеток и
повышает проницаемость эпителия для ионов, и это определяет ус-
пех адаптации рыб к соленой воде.
Повышение или снижение тоничности внешней среды влечет за
собой увеличение числа молодых хлоридных клеток в эпителии фи-
ламента, которые, вступая в контакт с внешней средой, становятся
активно функционирующими ионоцитами. Дальнейшая судьба их в
жаберном эпителии рыб из сред с низкой и высокой соленостью раз-
лична.
В среде с низким уровнем минерализации основная часть хлорид-
ных клеток перемещается из филамента эпителия в респираторные
ламеллы. Это фундаментальное преобразование изменяет не только
? В. Е. Матей
97
структуру, но и функции двух отделов жаберного эпителия. Именно
благодаря ему основное поглощение Na+ и Са2+ в средах с очень низ-
кой степенью минерализации перемещается в респираторный эпите-
лий (Laurent et al., 1985; Perry, Wood, 1985; Avella etal., 1987; Perry,
Laurent, 1989). Концентрация хлоридных клеток в тонком эпителии
респираторных ламелл, со всех сторон омываемых водой, обеспечи-
вает большую интенсивность обменных процессов, чем в филаментах
жабр. Она может расцениваться как приспособительная реакция,
поддерживающая максимально высокий уровень сорбции ионов из
разбавленной среды. С другой стороны, за счет этого уменьшается
диффузионная поверхность жабр и ухудшаются условия для газооб-
мена (Bindon et al., 1992). Возникает ситуация «осморегуляторного
компромисса», когда функция обмена ионов превалирует над дыха-
тельной (Gonzalez, McDonald, 1992).
В средах с повышенной соленостью в жабрах пресноводных, как
и эвригалинных, рыб (см.: Laurent, 1984) зрелые и дополнительные
хлоридные клетки образуют хлоридные комплексы. Последние более
эффективны для направленного транспорта ионов, чем отдельные
ионоциты рыб из пресной или деминерализованной среды. Через вы-
сокопроницаемые плотные межклеточные контакты в этих комплек-
сах у пресноводных, как и у эвригалинных, рыб (см.: Sardet, 1980;
Laurent, 1984; Laurent, Perry, 1991) может происходить удаление
избытка катионов, включая NHJ.
Основным условием адаптации рыб к среде с низким уровнем ми-
нерализации служит непроницаемость эпителия жабр для ионов. На
примере пресноводных рыб, содержащихся в дистиллированной воде,
видно, что утрата плотными контактами барьерных свойств, вызван-
ная, вероятно, вымыванием Са2+ из Са-сайтов на поверхности плаз-
малемм и межклеточного цемента, кратковременна. Восстановление
их изолирующих характеристик, по-видимому, связано с мобилиза-
цией эндогенного Са2+ из соответствующих «депо» в костных тканях
и их производных и за счет физико-химических свойств слизи, об-
ладающей высоким сродством к этому иону. Этим можно объяснить
практически полную блокировку пассивной утечки ионов, в частно-
сти Na+, из эпителия жабр (Виноградов и др., 19836). Усложнение
соединительных комплексов, преобразующихся в хорошо развитые
«терминальные замки», способствуя сохранению компактности жа-
берного эпителия, также вносит определенный вклад в снижение
проницаемости ткани.
Сравнительное изучение состояния жабр пресноводных рыб в
средах с различным ионным составом выявило ведущую роль каль-
ция в их структурной организации. В условиях деминерализации
воды он обеспечивает стабильность макроструктуры жабр, ультра-
структуры эпителиальных клеток и межклеточных контактов, а
также высокие адгезивные свойства наружных клеточных мембран.
Таким образом, морфофункциональной основой адаптивных ре-
акций жаберного эпителия на изменения ионного состава воды яв-
ляются компенсаторные количественные и качественные изменения
98
хлоридных, респираторных и слизистых клеток и преобразование
ультраструктуры межклеточных контактов, модулирующих прони-
цаемость ткани.
Глава 5
ВЛИЯНИЕ ЗАКИСЛЕНИЯ ВНЕШНЕЙ СРЕДЫ
НА ЖАБРЫ ПРЕСНОВОДНЫХ КОСТИСТЫХ РЫБ
5.1. Экологические аспекты закисления пресных водоемов
Закисление водоемов — один из наиболее актуальных и опасных
факторов загрязнения внешней среды. На протяжении длительного
периода развития человечества ацидификация водоемов происходила
естественным путем: за счет поступления в них болотных вод, бога-
тых органическими кислотами, гидролиза солей железа с образова-
нием серной кислоты, деятельности серо- и железобактерий, извер-
жений вулканов, в процессе которых в атмосферу выбрасываются
большие количества SO2 и H2S (см.: Комов, Виноградов, 1984; Ко-
мов, Лазарева, 1994).
Начиная с середины 50-х годов, отмеченных прогрессирующей
интенсификацией хозяйственной деятельности человека, главным
поставщиком Н+ в пресные водоемы стали кислотные осадки (Bea-
mish, Harvey, 1972; Schofield, 1976; Likens et al., 1979; Haines, 1981;
Комов, Виноградов, 1984; Комов, Лазарева, 1994). Расширение сети
промышленных предприятий, получающих энергию за счет сжи-
гания угля, нефти, газа и других видов топлива, привело к массо-
вым выбросам в атмосферу окислов серы и азота. Соединяясь в ее
верхних слоях с молекулами воды или конденсируясь на поверхности
мелких частиц, они возвращаются на Землю в виде кислых дождей
и снегов.
Основные поставщики окислов серы и азота — Центральная и За-
падная Европа, центральные и северо-восточные регионы США, юго-
восток Канады. Продукты сгорания природного топлива быстро пе-
реносятся на большие расстояния, и зона выпадения кислотных
осадков постепенно захватывает огромные регионы, включая те, где
полностью отсутствует промышленное производство, например Грен-
ландию (Beamish, Harvey, 1972; Leivestad, Muniz, 1976). Кислотные
осадки стали национальным бедствием для Североамериканского ре-
гиона, скандинавских стран, а в последние годы и Англии (Fromm,
1980; Jeffries, 1990; Skjelkvale, Wright, 1990).
Повышенное содержание сульфатов, определяющих кислотность
осадков, в атмосфере вокруг крупных промышленных центров Рос-
сии регистрировалось еще в начале XX в. (см.: Комов, Лазарева,
1994). Влияние кислотных выпадений антропогенной природы преж-
де всего было установлено для озер северо-запада России, подобно
водоемам Скандинавии и Северной Америки, базирующихся на кри-
сталлических породах, неспособных к нейтрализации и трансформа-
ции кислот. Высокая чувствительность этих озер к кислотному за-
7*
99
грязнению объясняется низкой буферной емкостью их карбонатно-
бикарбонатной системы — основного регулятора величины pH в
пресных водоемах (Виноградов и др., 1979а; Комов, Виноградов,
1984). В настоящее время установлено, что антропогенной ациди-
фикации подвержены и водоемы северного региона, расположенные
на осадочных породах Русской платформы. В условиях, когда по-
ступление кислот с атмосферными осадками в озера превышает воз-
можность их нейтрализации, что типично для современных экоси-
стем северных регионов России, уровень pH воды варьирует в диа-
пазоне 4.6—5.5.
Оптимум pH воды для пресноводных рыб лежит в пределах 6.7—
8.6 (Виноградов и др., 1979а). Снижение уровня кислотности воды,
особенно в водоемах с низкой буферной емкостью, приводит к умень-
шению численности и видового разнообразия рыб. Это характеризует
состояние ацидных рек и озер Скандинавии (Aimer et al., 1974; Ros-
seland, Henriksen, 1990) и Северной Америки (Beamish, Harvey,
1972; Beamish, 1976; Haines, Baker, 1986). Чрезвычайно бедна их-
тиофауна закисленных слабоминерализованных водоемов севера и
северо-запада России (Комов, Виноградов, 1984; Комов, Лазарева,
1994).
Особенно чувствительны к кислотному загрязнению лососевые
рыбы. Для большинства из них нижний предел безопасного уровня
pH воды — 5.0 (Lee et al., 1983). В озерах, pH воды которых не до-
стигает 4.5, стада лососевых крайне немногочисленны, а при значе-
ниях pH < 4.0 они вообще отсутствуют (Schofield, 1976). При дли-
тельном закислении из ацидных озер исчезают даже наиболее устой-
чивые к этому виду загрязнений щука и окунь, для которых леталь-
ные значения pH < 3.5 (см.: Комов, Виноградов, 1984; Комов,
Лазарева, 1994).
Для выживания популяций рыб в закисленной среде очень важен
уровень содержания в ней кальция (см.: McDonald, 1983). Ацидные
водоемы с дефицитом Са2+ обладают низкой рыбопродуктивностью,
но процент гибели рыб в них существенно снижается при внесении
в воду Са-содержащих соединений (Leivestad, Muniz, 1976; Rosseland
et al., 1990).
Экологическая опасность ацидификации пресных водоемов возра-
стает в связи с повышенной растворимостью и мобильностью в них
металлов. Прежде всего это относится к алюминию, который под дей-
ствием кислотных осадков переходит в воду из подстилающих пород,
и ртути, попадающей в водоемы вместе с кислотными выпадениями
(см.: Spry, Wiener, 1991). Повреждающий эффект совместного дей-
ствия ионов водорода и металлов связан обратной зависимостью с
уровнем минерализации воды (Henriksen et al., 1984; Playle et al.,
1989). Таким образом, обеднение ихтиофауны северных пресных во-
доемов США, Канады, Скандинавии и севера России определяется
не только ацидификацией воды и ее низкой минерализацией, но и
повышенным содержанием в ней ионизированных форм металлов.
100
5.2. Физиологические механизмы действия закисленной среды
на жабры пресноводных рыб
Согласно современным представлениям, главный физиологиче-
ский эффект низких значений pH воды на рыб состоит в нарушении
кислотно-щелочного баланса и ионной регуляции (см.: Виноградов,
1979, 1990; Fromm, 1980; Haines, 1981; McDonald, 1983; Playleetal.,
1989; Ye et al., 1991; Goss et al., 1992). У пресноводных рыб кислот-
но-щелочной гомеостаз зависит от константы диссоциации воды, кис-
лот, буферных веществ-электролитов и белков плазмы, кон-
центрации гемоглобина и растворимости СО2, содержание которого
во внутренней среде определяется ее буферной емкостью.
Содержание О2 в крови рыб не уравновешивается парциальным
давлением этого газа в атмосфере, и насыщение дыхательных пиг-
ментов происходит при довольно низких значениях Ро2- Закисление
крови при экстремально низких значениях pH воды (< 4.0) вызывает
у большинства рыб, как и других водных животных, снижение срод-
ства гемоглобина к О2 и смещение кривой диссоциации оксигемогло-
бина крови в сторону большего парциального давления кислорода
{эффект Бора). Параллельно с накоплением в крови СО2 умень-
шается активность карбоангидразы и ферментов АТФазного комп-
лекса (McKeown et al., 1985), в результате чего нарушаются процес-
сы C17HCOJ-, Ма+/Н + (НМ4)-обменов и экскреции из жабр метабо-
литов — продуктов азотистого обмена. Кислотно-щелочной дисба-
ланс приводит к закислению крови (Виноградов и др., 1979а; Wright,
Wood, 1985; Lin, Randall, 1991; Goss et al., 1992), которое сопровож-
дается значительным угнетением потребления кислорода и наруше-
нием дыхательных функций жабр вплоть до асфиксии (см.: Виног-
радов, 1979, 1990).
При колебаниях значений pH в толерантном диапазоне концент-
раций (4.5—8.0) уровень потребления кислорода рыбами вначале
снижается, соответственно уменьшается и буферная емкость крови.
Накопление СО2 в крови и снижение парциального давления О2 сти-
мулируют развитие адаптивных реакций, направленных на норма-
лизацию газообмена: увеличение частоты дыхательного ритма, уси-
ление циркуляции и повышение кислородной емкости крови, интен-
сификацию экскреции Н+ (см.: Виноградов и др., 1979а, 1984; Ultsch
et al., 1981; Cameron, Kormanic, 1982; Avella et al., 1987; Виноградов,
1988, 1990; Randall, Wright, 1989; Lin, Randall, 1991). Увеличивается
и активность основных ферментов, участвующих в газообмене, —
карбоангидразы и транспортных АТФаз (McKeown et al., 1985). В
результате этого скорость потребления О2 из воды увеличивается и
Установление нового уровня дыхания заканчивается через 5—6 сут
адаптации рыб к кислой среде (Виноградов, 1979).
Действие низких значений pH воды вызывает у пресноводных рыб
осморегуляторный стресс. Вызванный иными, чем при снижении
Уровня минерализации среды, причинами дисбаланс ионов при аци-
Дификации воды имеет ту же природу. В его основе лежат утечка
через жаберный эпителий экстраклеточных Na+, Са2+, Mg2+ СГ и
101
внутриклеточного К+ и подавление их поглощения из внешней среды
(Packer, Dunson, 1972; Leivestad, Muniz, 1976; Виноградов и др.,
1979а, 1984; McWilliams, 1980; Wood, McDonald, 1982; Wendelaar
Bonga, Dedereu, 1986; Виноградов, 1988, 1990; Conklin et al., 1992;
Goss et al., 1992).
Существенное увеличение скорости потери ионов из организма
регистрируется при значительных сдвигах pH, определенных для
каждого вида рыб. У окуня двукратное увеличение утечки Na+ про-
исходит при значениях pH 3.1—3.2, у карпа — при pH 3.4—3.6, а у
молоди семги — при pH 5.1—5.2 (Виноградов и др., 1984; Виногра-
дов, Комов, 1985, 1987). Этот эффект может быть различным у рыб,
принадлежащих к одному семейству, и сходным у представителей
различных систематических групп (Виноградов и др., 1979а, 1984;
McDonald, Wood, 1981). Массированная диффузия ионов из организ-
ма пресноводных рыб при летальных или близких к ним значениях
pH воды происходит в течение первых часов воздействия (см.: Ви-
ноградов, 1988, 1990).
В закисленной среде почечные компоненты потери ионов из ор-
ганизма рыб незначительны, основная утечка солей идет через жаб-
ры (Виноградов, 1988). У лососевых таким путем утрачивается 87 %
Na+, 74 — К+ и 69 % — СГ (McDonald, Wood, 1981). Решающую
роль в этом играет увеличение проницаемости для ионов жаберного
эпителия. В закисленной среде он из плотного трансформируется в
высокопроницаемую ткань, основная потеря ионов из которой про-
исходит парацеллюлярным путем (McDonald, 1983; Marshall, 1985;
McDonald, Prior, 1988). Это возможно только в том случае, если
плотные межклеточные контакты в жабрах рыб, так же как в коже
лягушки при кислотном стрессе, утрачивают свои изолирующие
свойства (Erlij, Martinez-Palomo, 1978; Gonzalez, Dunson, 1989).
Наиболее убедительная из существующих гипотез объясняет вы-
сокую проницаемость плотных контактов в жабрах рыб из кислой
среды потерей Са2+ из плазмалемм и межклеточного цемента (McDo-
nald, 1983). Вероятно, при низких значениях pH среды Н+ оттитро-
вываст Са2+ из соответствующих сайтов на мембранах эпителиаль-
ных клеток и из содержимого межклеточного цемента, где Са2+ свя-
зан с отрицательно заряженными компонентами. Через такие «от-
крытые» парацеллюлярные пути идет мощная пассивная диффузия
солей, а по градиенту концентрации через них в эпителий поступает
Н+ Проницаемость эпителиальной ткани для Н+ гораздо выше, чем
для Na+, а уровень потери Na+ и СГ многократно превышает их по-
глощение из внешней среды (см.: Erlij, Martinez-Palomo, 1978; McDo-
nald, 1983; Виноградов, 1990).
При остром кислотном стрессе увеличение проницаемости жа-
берного эпителия для ионов носит необратимый характер и связыва-
ется с изменениями физико-химических свойств плазмалемм кон-
тактирующих клеток. При адаптации к действию pH в толерантном
диапазоне оно обатимо и регулируется гуморальным путем. Ведущая
роль в этом принадлежит ГГНС. Повышение концентрации в воде
102
Hf стимулирует деятельность аденогипофиза и соответственно ин-
терреналовой железы, синтезирующей кортизол (Aschom, 1979;
Foskett et al., 1981, 1983; Hegab et al., 1982; Nichols, Huntly, 1986).
Увеличение его содержания в плазме крови быстро повышает ско-
рость утечки ионов из эпителия жабр (Nichols, Huntly, 1986). Это в
свою очередь стимулирует деятельность пролактиновой системы пу-
тем активации специализированных клеток аденогипофиза. Уровень
пролактина в крови увеличивается, в результате чего проницаемость
жаберного эпителия для ионов снижается (Notter et al., 1976; Wende-
laar Bonga et al., 1984, 1990a, 1990b; Flik et al., 1989). Благодаря
этому уровень Na+ в плазме крови рыб восстанавливается через не-
делю пребывания их в умеренно кислой среде (см.: Виноградов,
1988).
Ингибирование поглощения ионов жабрами пресноводных рыб
происходит в толерантном диапазоне величины концентрации Н +
(Packer, Dunson, 1972; Виноградов, 1979, 1988; McDonald, Wood,
1981; Ultsch et al., 1981; Nieminen et al., 1982; McDonald, 1983).
Предполагается, что ионы водорода нейтрализуют отрицательные за-
ряды в Na-каналах, локализованных в апикальной мембране хлорид-
ной клетки, и тем самым ограничивают доступ Na+ к транспортному
механизму. Вместе с тем Н+ не оказывает существенного влияния на
Cl-каналы (McDonald, 1983).
При ацидификации степень подавления сорбции ионов жабрами
рыб видоспецифична и зависит от величины pH и уровня минерали-
зации внешней среды. Ингибирование активного транспорта Na+ на-
чинается при pH 5.0—6.0, а при pH 4.0 поглощение этого иона со-
ставляет лишь 50 % от исходного уровня (Maetz, 1972, 1973; Potts,
1977). У рыб, обладающих умеренной устойчивостью к закисле-
нию, — карповых, колюшковых, цихлидовых подавление сорбции
Na+ на 80 % и более происходит в диапазоне значений pH 4.0—4.5
(Maetz, 1972, 1973; Виноградов, 1988).
Наиболее толерантен к закислению среды окунь, угнетение ак-
тивного транспорта Na+ у которого происходит лишь при величине
pH воды < 3.5 (Виноградов, Комов, 1985; Виноградов, 1988). Необы-
чайно высокая устойчивость окуней к кислотным нагрузкам может
иметь генетическую основу, поскольку они ведут свое происхожде-
ние от предковых форм, обитавших в кислых буроугольных озерах
олигоцена (Яковлев, 1964). Не исключено, что этот эффект связан
и с их фенотипом (Lyons, 1982; Виноградов, Комов, 1985).
При действии летальных или близких к ним значений pH воды
экстремальная утечка ионов из жаберного эпителия в сочетании со
значительной или полной блокировкой абсорбтивных процессов вы-
зывает обессоливание организма пресноводных рыб. В крови и тка-
нях уменьшается содержание белков, аминокислот и сахаров (Нато-
чин, 1965), угнетаются процессы энергетического обмена и мета-
болизм аммиака (Schoffeniels, 1964; Maetz, 1973; Проссер, 1977).
Обессоливание усугубляется ацидозом крови, разбивающимся в
результате нарушения кислотно-щелочного баланса, и приводит к
103
гибели рыб (Виноградов и др., 1979а, 1984; Виноградов, Комов, 1985;
Gonzalez, Dunson, 1989; Majewsky et al., 1990).
Механизмы адаптации рыб к кислотной нагрузке в толерантном
диапазоне концентраций Н+ весьма сходны с таковыми при сниже-
нии уровня минерализации воды и заключаются в уменьшении про-
ницаемости жаберного эпителия для ионов до того уровня, пока по-
глощение Na+ и СГ не превысит величину их потерь (см.: McDo-
nald, 1983; Виноградов, 1990).
Снижение проницаемости жаберного эпителия для ионов в ацид-
ной среде является кальцийзависимым процессом. Возможно, одним
из механизмов восстановления изолирующих свойств плотных кон-
тактов служит мобилизация эндогенного Са2 + , в избытке содержа-
щегося в костных тканях и чешуе рыб (McDonald, 1983). Эта гипо-
теза подтверждается данными о постепенной деминерализации ске-
лета (Beamish et al., 1975) и уменьшении содержания Са в чешуе
рыб при длительном выдерживании их в закисленной среде (Виног-
радов, Комов, 1985). Параллельное увеличение числа хлоридных
клеток, активация их ферментных систем способствуют повышению
уровня сорбции ионов (см.: McDonald, 1983; Матей, 1986а, 1990а;
Виноградов, 1988, 1990). В результате этого баланс между потерей
и поглощением ионов устанавливается на новом, часто близком к ис-
ходному, уровне, определяющем границу устойчивости рыб к закис-
лению (см.: Виноградов, 1988, 1990).
5.3. Морфофункционалъные реакции жабр пресноводных рыб
на закисление воды
Морфологические аспекты действия низких значений pH среды
на жабры рыб долгое время оставались менее изученными, чем фи-
зиологические механизмы этих процессов. Прежде всего это было
связано с несовершенством методов исследования. До середины 70-х
годов последствия действия кислотных нагрузок на жабры рыб изу-
чались только с помощью световой микроскопии и преимущественно
в острых экспериментах (см.: Eller, 1975; Mallatt, 1985)
Применение методов трансмиссионной и сканирующей электрон-
ной микроскопии в сочетании с цитохимическими, цито- и автора-
диографическими, биохимическими и усовершенствованными мор-
фометрическими методиками оказалось очень результативным. Бла-
годаря им удалось изучить ультраструктуру и функциональные ха-
рактеристики жабр пресноводных рыб различных экологических и
таксономических групп в условиях закисления среды в широком ди-
апазоне концентраций Н+: от летальных до субтоксических (Матей,
Комов, 1983; Jagoe, Haines, 1983, 1990; Leino, McCormic, 1984; Ма-
тей, 19876, 1988; Leino et al., 1987a, 1987b; Jagoe, 1988; McCormic et
al., 1989; Wendelaar Bonga et al., 1990a; Freda et al., 1991; Laurent,
Perry, 1991, и др.). В последнее время экспериментальные данные
дополнились результатами исследований состояния жаберного аппа-
рата рыб из природных ацидных водоемов (см. гл. 5.3.4).
104
5,3.1 .Ультраструктура жабр при экспериментальном
остром кислотном воздействии
При рассмотрении действия любого повреждающего фактора на
организм, орган или ткань важно определить наиболее чувствитель-
ные звенья исследуемой системы. Их можно обнаружить при острых
стрессорных воздействиях, когда наиболее уязвимые «мишени» вы-
являются на всех уровнях организации. Самые ранние ответы, часто
определяющие общую реактивность системы, позволяют выявить ее
потенциальные адаптивные возможности в случае действия менее
сильного стрессирующего фактора.
Первая морфофизиологическая модель действия низких значений
pH на жабры рыб (McDonald, 1983) включала 7 крупных блоков, ко-
торые в порядке убывания их значения располагались следующим
образом: 1 — ингибирование поглощения Na+ и СГ, 2 — повышение
проницаемости эпителия для Na+ и СГ и их утечка из эпителия
жабр, 3 — увеличение проницаемости жаберного эпителия для Н+,
4 — усиленное продуцирование слизи, 5 — коагуляция и преципи-
тация слизи на поверхности органа, 6 — ингибирование газообмена
в жабрах и нарушение их структуры, 7 — разделение слоев жабер-
ного эпителия. Эта модель была уточнена Виноградовым (1990), ко-
торый указал на ведущую роль увеличения проницаемости эпителия
в развитии реакции на кислотный стресс.
Несмотря на то что обе модели содержали морфологические бло-
ки, последние были представлены лишь в самых общих чертах. Ги-
стологические исследования, обобщенные в нескольких крупных об-
зорах (Kuhn, Koecke, 1956; Eller, 1975; Mallatt, 1985), выявили ги-
перемию жабр, набухание, некротические изменения и дезагрегацию
эпителиальной ткани, отслоение эпителия от базальной пластинки с
образованием обширных полостей, содержащих эритроциты (см.:
ЕНег, 1975; Mallatt, 1985). Повреждения структуры жаберного аппа-
рата рыб развивались так быстро, что их было предложено рассмат-
ривать как более показательный, чем нарушение гомеостаза, инди-
катор состояния, предшествующего гибели рыб (McCormic et al.,
1989).
Ультраструктурные исследования позволили уточнить механиз-
мы необратимых нарушений морфофункциональных характеристик
жабр пресноводных рыб в условиях экстремального закисления воды
(Матей, Комов, 1983). Новые данные были получены при изучении
действия на жабры карася и карпа чрезвычайно низких значений pH
воды (соответственно 3.8 и 3.5), вызывающих гибель 50 % подопыт-
ных рыб через 6—8 ч. Для выявления роли уровня минерализации
среды в реакции на острое кислотное воздействие параллельно ис-
следовалось состояние жабр карася из жесткой (концентрация Са
40 мг/л) речной закисленной и дистиллированной закисленной воды.
Ответная реакция жабр карповых рыб на острое кислотное воз-
действие носила трехфазный характер и, согласно физиологическим
Данным (Виноградов и др., 19836), завершалась полным функцио-
нальным истощением органа.
105
На 1-й фазе (до 1 сут) кислотного воздействия первые изменения
ультраструктуры хлоридных клеток регистрировались через 5—
15 мин. У рыб из закисленной речной воды около 15 % этих клеток,
расположенных в наружном слое эпителия филамента, содержали
гигантские набухшие митохондрии с редуцированными кристами
(рис. 61, а, б, см. вкл.). В таких митохондриях показатели энерге-
тического обмена и способность к регуляции синтеза АТФ снижены
(Митюшин, Козырева, 1978). Это подтверждается резким угнете-
нием активности маркера митохондрий — сукцинатдегидрогеназы
(СДГ) в жабрах подопытных карасей (рис. 62, А).
Значительной редукции в «реактивных» хлоридных клетках под-
вергается тубулярный ретикулум (рис. 61, а). Поскольку степень
развития ТР определяет число «сайтов» Na+, К+-АТФазы на его мем-
бранах, становится понятным снижение активности этого фермента
у рыб при экспериментальной или естественной острой ацидифика-
ции (Nieminen et al., 1982; McKeown et al., 1985). Уменьшение числа
ионных насосов, молекулярной основой которых является АТФаза,
лимитирует возможность сорбции ионов из внешней среды. Несмотря
на относительно небольшой процент «реактивных» хлоридных кле-
ток в эпителии, они, по-видимому, способны влиять на суммарный
уровень поглощения ионов жабрами рыб. Так, при аналогичном на-
рушении ультраструктуры органоидов хлоридных клеток колюшки,
вызванном кислотным стрессом, уровень сорбции Na+ через 1 ч сни-
жается в 1.5 раза по сравнению с контролем (Матей и др., 1981).
В большинстве хлоридных клеток наружного и промежуточных
слоев эпителия филамента ультраструктура органоидов, непосредст-
венно связанных с транспортом ионов, сохраняется. Изменения ядер-
ного аппарата, включающие смещение и расширение ядрышка, за-
полнение пор электронно-плотным веществом, а также увеличение
перинуклеарных пространств могут рассматриваться как начало ре-
паративных процессов, способных частично нормализовать состоя-
ние клетки (рис. 61, в).
Интенсивность проявления ранних реакций хлоридных клеток на
острый кислотный стресс зависит от присутствия в среде двухвалент-
ных катионов, в первую очередь Са2+ У карасей в закисленной ди-
стиллированной воде деструктивные изменения отмечаются во всех
хлоридных клетках наружного слоя эпителия филаментов жабр
(рис. 63, а, см. вкл.). Это коррелирует с 5-кратным уменьшением ак-
тивности СДГ в жабрах рыб к концу 1-х суток острого кислотного
воздействия по сравнению с контролем (рис. 62, А).
Кислотный стресс, особенно при дефиците ионов в среде, вызы-
вает резкое увеличение проницаемости жаберного эпителия рыб для
ионов (Виноградов и др., 19836). Оно сопровождается нарушениями
ультраструктуры межклеточных контактов. Прежде всего поврежда-
ется структура плазмалемм в зоне неспециализированных соедине-
ний. Через 5—15 мин воздействия мембраны перфорируются, от-
дельные участки их лизируются (рис. 63, б). Через 1 ч локальные
расширения межклеточных пространств в зоне неспециализирован-
ных соединений приводят к образованию обширных полостей, содер-
106
Рис. 62. Влияние закисления и ионного состава воды на активность СДГ в жабрах
карася (по: Матей, Комов, 1983).
А — активность СДГ при закислении среды, pH 3.8: I — речная вода; 2 —
дистиллированная вода; 3 — раствор СаС^ (концентрация Са2 + 70 мг/л). Б — активность
СДГ при изменении концентрации Са, pH 6.8: / — речная вода, концентрация Са2 +
210 мг/л; 2 — раствор СаС12» концентрация Са2* 70 мг/л. К — контроль. По оси
абсцисс — время, ч; по оси ординат — активность СДГ, %; вертикальные отрезки —
95%-ные доверительные интервалы.
жащих осмирующийся аморфный материал (рис. 63, в). При иссле-
дованиях в трансмиссионном электронном микроскопе ультраструк-
тура плотных контактов кажется неизменной (рис. 63, г). Однако
именно в этот период регистрируется массивная утечка солей из жа-
берного эпителия. У карася потери Na+ в речной и дистиллированной
воде соответственно в 2.5 и 5 раз превышают контрольный уровень
(Виноградов и др., 19836). Этот эффект возможен только при нару-
шении организации плотных контактов, которое, согласно гипотезе
МакДональда (McDonald, 1983), вызвано замещением Са2+ в кон-
тактных структурах на Н+ (см. гл. 5.2). Окончательный ответ может
дать изучение ультраструктуры плотных контактов с помощью ме-
тода замораживания-скалывания.
На 2-й фазе острого кислотного воздействия (1—3-й час) у обоих
видов исследованных рыб изменения отмечаются и на тканевом уров-
не организации жабр. Гипертрофия клеток жаберного эпителия, вы-
званная, вероятно, нарушениями процессов волюморегуляции, обус-
ловливает увеличение высоты эпителия филамента и респираторных
ламелл в среднем в 3—3.5 раза по сравнению с контролем.
Жаберные лепестки набухают, респираторные ламеллы укорачи-
ваются, сокращаются межламеллярные расстояния (рис. 64, а,
см. вкл.). Уменьшение общей диффузионной поверхности жабр в со-
четании с коагуляцией слизи ухудшает условия для газообмена.
Частичная компенсация подавления дыхательных функций возмож-
на за счет усиления кровоснабжения, но все же уровень потребления
107
кислорода у рыб в первые часы кислотного стресса существенно сни-
жается по сравнению с контрольным (Виноградов и др., 1979а).
В этот период изменения распространяются и на респираторные
клетки: фрагментируется их наружный рельеф, расширяются мито-
хондрии (рис. 64, б, в). Поверхность клеток покрывается пленкой
слизи, активно продуцируемой слизистыми клетками, наиболее ре-
зистентными к кислотному стрессу (рис. 64, б). Деструктивные из-
менения ультраструктуры хлоридных клеток прогрессируют и охва-
тывают все ионоциты, расположенные в наружном слое эпителия
филамента. Часть митохондрий в них лизируется, образуя крупные
аутофагические вакуоли, или преобразуется в ламеллярные тельца,
часто окруженные фрагментами тубул ретикулума, которые могут
принимать участие в их разрушении (рис. 65, а—в, см. вкл.). Изме-
нения общего количества и функционального состояния митохонд-
рий в хлоридных клетках могут быть одной из причин продолжаю-
щегося угнетения активности СДГ в жабрах рыб из закисленной реч-
ной и дистиллированной воды (рис. 62, А, Б). Редукция ТР, обнару-
женная в хлоридных клетках в этот период (рис. 65, а), обычно
соответствует угнетению абсорбтивных функций жабр. Однако экс-
периментально показано, что уровень поглощения Na+ у карасей на
1-й и 2-й фазах реакции на кислотное воздействие достоверно не раз-
личается (Виноградов и др., 19836). Возможно, это связано с быстрой
заменой старых, деструктурированных хлоридных клеток молодыми
формами, но и этот резерв достаточно быстро исчерпывается.
Интенсивная потеря солей из жабр подопытных рыб продолжает-
ся (Виноградов и др., 19836). Впервые в жаберном эпителии рыб,
особенно из закисленной дистиллированной воды, выявляются по-
вреждения ультраструктуры плотных контактов: расширение меж-
клеточных щелей, редукция линий слияния (рис. 63, б). В зоне
неспециализированных соединений межклеточные пространства
увеличиваются в 2.5 и 3.5 раза по сравнению с контролем, а высо-
коадгезивные участки (ВАУ) обнаруживаются чрезвычайно редко
(рис. 63, е). В результате нарушения ультраструктуры плазмалемм
утрачиваются не только их изолирующие, но и адгезивные свойства.
Так, сила сцепления между клетками жаберного эпителия подопыт-
ного карася через 1 ч пребывания в ацидной воде уменьшается в 1.8
раза по сравнению с контролем (Тагунов и др., 1984).
Снижение адгезивных характеристик плазматических мембран
клеток жаберного эпителия создает предпосылки для его расслоения.
Высокая чувствительность межклеточных соединений к снижению
значений pH среды, характерная для тканей разного типа, указывает
на универсальность этой реакции независимо от уровня организации
животного (см.: Маленков, Чуич, 1979).
3-я заключительная фаза острого кислотного воздействия (3—
6(8)-й час) у всех исследованных рыб отмечена нарастающей де-
струкцией жаберного аппарата независимо от минерального состава
среды. Жаберные лепестки карася и карпа значительно увеличены в
объеме и покрыты слизью, которая из-за кровоизлияний имеет крас-
новатый оттенок. Жаберные лепестки чрезвычайно гиперемированы,
108
кровяные стазы превращают респираторные ламеллы в колбообраз-
ные вздутия (рис. 66, а, см. вкл.). Из-за отторжения клеток с по-
верхности эпителий, особенно респираторных ламелл, становится
очень тонким. Эпителий филаментов инфильтруется форменными
элементами крови и отслаивается от базальной пластинки, образуя
обширные полости, содержащие лимфоциты (рис. 66, б). Патомор-
фологические изменения респираторных ламелл и нарушение кро-
воснабжения жабр создают предпосылки для глубокого подавле-
ния дыхательных функций. Физиологические исследования показы-
вают чрезвычайное угнетение потребления кислорода у рыб при ос-
тром кислотном стрессе в период, предшествующий их гибели
(Виноградов и др., 1979а; Lin, Randall, 1991).
Перед гибелью в жаберном эпителии рыб почти исчезают недиф-
ференцированные клетки, что свидетельствует о невозможности ре-
паративных процессов на тканевом уровне. Деструкции подвергают-
ся практически все хлоридные клетки жаберного эпителия. После 6 ч
экспозиции в ацидной среде митохондрии представляют собой двух-
мембранные пузырьки с редуцированными кристами, часть органо-
идов лизируется или трансформируется в ламеллярные тельца
(рис. 66, в, г). Это коррелирует с чрезвычайно низким уровнем ак-
тивности СДГ (рис. 62, А). Параллельно происходит редукция сис-
темы тубулярного ретикулума (рис. 66, г). Это практически полно-
стью подавляет поглощение ионов из внешней среды (Виноградов и
др., 19836).
Гибель рыб в закисленной среде сопровождается массированной
потерей Na+ из эпителия жабр, особенно в дистиллированной воде
(Виноградов и др., 19836). По времени это совпадает с разрушением
структуры плотных контактов и максимальным расширением меж-
клеточных пространств (в 6—7.5 раз по сравнению с контролем) в
зоне неспециализированных соединений. При таком состоянии меж-
клеточных контактов сила сцепления между клетками уменьшается
в 50—100 раз (Маленков, Чуич, 1979), что приводит к полной дез-
агрегации тканей. Потеря катионов, в том числе и Na+, из эпителия
многократно превышает их поступление: через 6 ч уровень Na+ в
крови становится минимальным (Виноградов и др., 19836). По гра-
диенту концентрации в эпителий поступает Н+, в крови возрастает
содержание метаболитов — аммония и NHJ. Гибель рыб при экстре-
мально низких значениях pH воды является следствием обессолива-
ния и закисления крови (Виноградов и др., 19836).
5.3.2. Роль кальция в стабилизации структуры жабр у рыб
в закисленной среде
Многочисленные экспериментальные данные (см.: Виноградов,
1979, 1988, 1990; Матей, Комов, 1983; McDonald, 1983; McWilliams,
1983, и др.) свидетельствуют о том, что отрицательный эффект вы-
соких концентраций Н+ на жабры рыб усиливается при дефиците
ионов во внешней среде. Для нормального функционирования органа
109
образом кальция, который служит основным структурообразующим
компонентом плазмалемм и межклеточного цемента (см. гл. 3.1.7).
Дефицит или отсутствие этого иона в ацидной воде лимитирует его
поступление в организм рыб и накопление в тканях и, благодаря уве-
личению проницаемости жабр для ионов, приводит к водно-солевому
и кислотно-щелочному дисбалансу (Виноградов и др., 1979а, 1984;
McDonald, 1983; Виноградов, 1988, 1990; Hunn, 1985; Виноградов,
Комов, 1985). Соответствующие данному функциональному состоя-
нию деструктивные изменения жаберного эпителия (см. гл. 5.3.1)
можно рассматривать как результирующую действия высоких кон-
центраций Н+ и низкого уровня минерализации воды.
Роль Са2+ как основного стабилизатора ультраструктуры жабер-
ного эпителия рыб при экстремально низких значениях pH воды бы-
ла продемонстрирована нами экспериментально (Виноградов и др.,
19836).
Добавление в закисленную (pH 3.8) речную и дистиллированную
воду СаС12 (из расчета Са2+ 40 и 70 мг/л) обеспечило сохранность
макро- и микроструктуры жабр карася, которые в ацидной среде в
отсутствие Са2+ подвергались необратимым изменениям (см. гл.
5.3Л).
Нормализация ультраструктуры плотных и неспециализирован-
ных межклеточных контактов в жабрах рыб (рис. 67, а, б, см. вкл.)
повышает адгезивные свойства клеток эпителиального пласта (Тагу-
нов и др., 1984). Это предохраняет эпителий от дезагрегации или
массового отторжения клеток. С другой стороны, стабилизация со-
стояния плазмалемм хорошо коррелирует с низкой проницаемостью
жаберного эпителия для ионов. Даже в закисленной дистиллирован-
ной воде после внесения Са2+ в концентрации 70 мг/л выход Na+
снижается в 5 раз по сравнению с таковым в аналогичной среде без
Са2+ и практически не отличается от контроля (Виноградов и др.,
19836). Поскольку в закисленной до уровня значений pH 3.8 каль-
цинированной воде стабилизируется не только водно-солевой, но и
кислотно-щелочной гомеостаз (Виноградов и др., 19836), можно
предположить, что Са2+ ограничивает проницаемость жабр не только
для Na+, но и для Нь
Кальцинирование закисленной воды (Са2+ 40—70 мг/л) оказы-
вает положительный эффект и на строение наиболее чувствительных
к кислотному стрессу элементов жаберного эпителия — хлоридных
клеток. Ультраструктура последних свидетельствует о высокой фун-
кциональной активности. Клетки открываются на поверхность эпи-
телия хорошо выраженной апикальной ямкой, содержат развитый
тубулярный ретикулум, многочисленные цистерны ГЭР и большое
количество митохондрий (рис. 67, в, г). Активность СДГ повышается
почти в 1.5 раза по сравнению с исходным уровнем, если концент-
рация Са2+ в закисленной воде составляет 70 мг/л (рис. 62, Б). Экс-
периментально показано, что в данном случае этот эффект обуслов-
лен не прямым действием Са2+ на ферментативную активность ми-
1 ю
тохондрий, а увеличением их количества в клетках (Матей, Комов,
1983).
Полученные данные подтверждают гипотезу о ведущей роли Са
в стабилизации внутриклеточных мембранных систем, будь то мито-
хондрии или тубулярная сеть (McDonald, 1983; Hunn, 1985). Сохран-
ность ультраструктуры хлоридных клеток у рыб из закисленной ди-
стиллированной воды в результате добавления в нее солей кальция
способствует поддержанию достаточно высокой интенсивности ион-
ного обмена и кислотно-щелочного равновесия в организме рыб. Об
этом можно судить по содержанию Na+ в плазме и величине pH кро-
ви у рыб из закисленной среды (pH 3.8) с добавлением Са24
(70 мг/л) и без него. В первом случае эти показатели соответственно
в 2.5 и 1.5 раза выше и по абсолютным величинам приближаются к
контрольным значениям (Виноградов и др., 19836).
Таким образом, даже при очень низких значениях pH воды до-
бавление Са2+ нормализует физиологические функции жабр, пред-
отвращая гибель рыб. Этот эффект широко используется в практике
рыбоводства. Добавление соединений Са2+ в ручьи с закисленной
мягкой водой сохраняет в них популяции лососевых, несмотря на вы-
сокую чувствительность этих видов рыб к кислотным воздействиям
(Rosseland et al., 1992).
5.3.3. Улыпраструктура жабр при адаптации рыб
к длительному экспериментальному закислению воды
Несмотря на несомненную важность изучения последствий остро-
го кислотного стресса, основные усилия исследователей направлены
на раскрытие механизмов адаптации рыб к закислению среды в то-
лерантном диапазоне концентраций Н + , который для большинства
пресноводных видов лежит в пределах значений pH 4.5—6.0. Уста-
новлено, что результатом длительной ацидификации воды является
гипертрофия, гиперемия и ослизнение жабр, расслоение эпителия,
гиперплазия слизистых и хлоридных клеток с образованием хлорид-
ных комплексов (см.: Evans, 1987; Матей, 1990а; Laurent, Perry,
1991). Сочетание закисления с низким уровнем минерализации воды
усиливает этот эффект.
Имеющиеся обширные данные обладают, на мой взгляд, следую-
щими недостатками. 1) Не анализируются изменения ультраструк-
туры жабр в первые часы хронического кислотного воздействия, ког-
да быстрые внутриклеточные перестройки позволяют органу вклю-
читься в процессы адаптации рыб к действию умеренных концент-
раций Н+ 2) Лишь в немногих работах прослеживается динамика
адаптивных реакций жабр на всех уровнях их организации. 3) Ис-
следования в основном проводятся на высокочувствительных к аци-
дификации среды лососевых рыбах, тогда как более резистентные
стеногалинные пресноводные виды остаются малоизученными.
Рассмотрим механизмы адаптивных реакций на длительное (до
30 сут) кислотное воздействие жаберного аппарата 8 видов пресно-
водных рыб, относящихся к 3 семействам, различном по экологиче-
111
ским характеристикам и чувствительности к величине pH воды: сем.
Cyprinidae (Cyprinus carpio, С. carassius, Abramis brama), сем. Salmo-
nidae (Salmo trutta m. Far io, молодь S. gairdneri и S. salar) и сем.
Percidae (Perea fluviatilis, P. flavescens). Экспериментальная среда за-
кислялась до значений pH, равных нижнему пределу толерантного
диапазона концентраций Н+ для данного вида рыб. Для представи-
телей сем. карповых, обладающего умеренной толерантностью к аци-
дификации среды, эта величина в зависимости от вида рыб варьиро-
вала от 4.5 до 5.5. Высокочувствительных к кислотному фактору ло-
сосевых выдерживали в воде с pH 5.0—5.5 с низким суммарным со-
держанием ионов. Окуневые, по резистентности к снижению уровня
pH воды конкурирующие даже с наиболее устойчивыми к закисле-
нию воды харациновыми рыбами Амазонки (Dunson et al., 1977).
подвергались действию кислотной нагрузки в диапазоне значений pH
4.0—5.5.
При длительном закислении среды реакция жаберного аппарата
рыб, относящихся к различным экологическим и таксономическим
группам, однотипна. Как и в случае низкой минерализации воды,
она реализуется по типу трехфазного ответа на стрессирующее воз-
действие (Селье, 1960).
Первый «критический» период длится у карповых и окуневых
рыб не более 12 ч, а у лососевых — 24 ч. Изменения происходят на
клеточном и субклеточном уровнях организации жабр. Отчетливо
выявляется ранний всплеск реакций (0.4—1 ч).
Как и при остром кислотном стрессе, в 1-й час воздействия у всех
исследованных рыб наибольшую реактивность обнаруживают хло-
ридные клетки на поверхности эпителия филамента. В этих клетках,
составляющих 5—8 % от общего числа ионоцитов эпителия фила-
мента, в первую очередь повреждаются органоиды, непосредственно
связанные с транспортом ионов. Уже через 10—15 мин фрагменти-
руются, набухают и частично редуцируются тубулы ТР, снижается
число митохондрий (рис. 68, а, б, см. вкл.). Характер преобразова
ний митохондрий зависит от вида рыб: у окуня, карася и леща их
матрикс конденсированный, а кристы расширены (рис. 68, а, б). У
карпа и молоди семги матрикс митохондрий просветлен, кристы мо-
гут редуцироваться, часть митохондрий преобразуется в ламелляр-
ные тельца и аутофагические вакуоли, окруженные фрагментами ту-
бул ретикулума (рис. 68, в). Поскольку митохондрии других эпите-
лиальных клеток в этот период не повреждаются, можно предполо-
жить определенную избирательность этого процесса. Вероятно,
даже умеренные концентрации Н+ оказывают прямой цитотоксиче-
ский эффект на зрелые хлоридные клетки.
Количество «реактивных» хлоридных клеток постепенно увели-
чивается и через 3 ч кислотного воздействия у карповых составляет
около 13, а у лососевых более 15 % от общего числа клеток этого
типа. В то же время ультраструктура около 20 % зрелых хлоридных
клеток на поверхности жаберного эпителия исследованных рыб не
изменяется по сравнению с контролем и может свидетельствовать о
достаточно высокой функциональной активности (рис. 68, г). Авто-
112
Рис. 69. Интенсивность включения 3Н-глицина (А) и 3Н-уридина (Б) в клетки жа-
берного эпителия карася при закислении воды, pH 4.5 (по: Матей, Харазова, 1982).
По оси абсцисс — время, сут; по оси ординат — число зерен серебра на едини-
цу площади. Сплошная линия — опыт, прерывистая — контроль, вертикальные
отрезки — 95%-ные доверительные интервалы.
радиографические исследования на жабрах карася обнаружили уси-
ление синтетической деятельности хлоридных клеток, в результате
которой через 2 ч с начала кислотного воздействия (pH 4.5) интен-
сивность синтеза белка по сравнению с исходным уровнем увеличи-
валась более чем в 3 раза (рис. 69, А).
Ранние реакции жаберного эпителия на закисление воды выявля-
ется и на уровне межклеточных соединений. На ранних этапах воз-
действия в ацидной, как и в нейтральной, среде клетки жаберного
эпителия карповых и окуневых соединены длинным (0.4—0.6 мкм)
плотным контактом, а у лососевых — «терминальным замком» (дли-
на плотного контакта также достигает 0.4—0.5 мкм) (рис. 42, а; 44,
а, б; 70, а, б, см. вкл.). Несмотря на внешнее сходство, функциональ-
ные характеристики специализированных межклеточных контактов
жаберного эпителия рыб из нейтральной и ацидной сред различны.
У карася, где плотный контакт представляет собой единственную
адгезивную структуру, уже через 1 ч кислотной нагрузки (pH 4.8)
сила сцепления между клетками уменьшается в 1.3 раза (Тагунов и
Др., 1984). В этот период у рыб увеличивалась и скорость утечки Na +
из эпителия жабр (Турстон и др., 1979). Этот эффект может объяс-
няться изменением внутренней структуры плотных контактов, моду-
лирующих не только адгезивные, но и барьерные свойства эпителия.
Это предположение удалось подтвердить при использовании
трассирующей метки — 0.3%-ного раствора хлористого лантана и
& В. е. Матей
ИЗ
5-ОНДА-тригидроксифенилэтиламинхлорида. На жабрах семги-
пестрятки показано, что уже через 30 мин действия закисленной сре-
ды (pH 5.5) плотные контакты, «запирающие» «терминальный за-
мок», становятся высокопроницаемыми для трассирующей метки
(рис. 70, в, г). Меченое вещество проходит через соединительные
комплексы и обнаруживается в зоне неспециализированных соеди-
нений (рис. 70, в, г). Повышение проницаемости характеризовало
состояние плотных контактов, соединяющих все типы клеток жабер-
ного эпителия. Основная масса плотных контактов оставалась высо-
копроницаемой в пределах 12 ч кислотного воздействия, представ-
ляя собой парацеллюлярные пути для выхода ионов из эпителия
жабр.
У лососевых и карповых контактные взаимодействия к концу 1-х
суток кислотной нагрузки (pH 5.0—5.5) нарушались и в области де-
смосом (рис. 71, а, б, см. вкл.). У форели ширина межклеточных ще-
лей в них могла в 1.5 раза превышать контрольные значения. Часто
значительной редукции подвергались тонофиламенты, что подтверж-
дает гипотезу о действии Н+ на элементы цитоскелета клетки, свя-
занные с соединительным комплексом (Schneeberger, Lynch, 1984).
Как и при остром кислотном стрессе, изменения межклеточных
взаимодействий не ограничивались зоной специализированных кон-
тактов. У карпа в период 1—3 ч (pH 4.5—5.0), а у лососевых
(pH 5.5) через 9—12 ч обнаруживались значительные расширения
межклеточных щелей в зоне неспециализированных соединений
(рис. 71, в). У лососевых это приводило к образованию обширных
полостей, содержащих осмирующийся аморфный материал, а в от-
дельных случаях и лимфоциты (рис. 71, г).
Как и при экстремально низких значениях pH воды, механизм
нарушения межклеточных взаимодействий, вероятно, связан с заме-
щением ионами водорода Са2+ на поверхности плазмалемм и в меж-
клеточном веществе (см. гл. 5.2).
Такая реакция возможна на ранних этапах кислотного воздейст-
вия, когда защитные механизмы в эпителии жабр еще не выработа-
ны. Повышение проницаемости эпителиального пласта для ионов мо-
жет быть следствием увеличения уровня кортизола в плазме крови,
характерного для первых часов и дней действия ацидной среды (Bern,
1975; Aschom, 1979; Nichols, Huntly, 1986). Лососевые рыбы, «кри-
тический» период реакций на закисление у которых длится дольше,
чем у карповых и окуневых, испытывают более серьезные наруше-
ния межклеточных взаимодействий. В результате этого у них в те-
чение 1-х суток воздействия отмечаются локальные расслоения эпи-
телия (Матей, 19876).
Второй этап ответной реакции жабр на умеренное закисление сре-
ды в толерантном диапазоне значений pH характеризуется развити-
ем компенсаторных механизмов. У карповых и окуневых он реали-
зуется в пределах 0.5—2 сут, а у лососевых — 1—2 сут с начала кис-
лотного воздействия и охватывает в основном клеточный и субкле-
точный уровни организации жабр. Именно в этот период решаются
проблемы ограничения проницаемости жаберного эпителия для
1 14
ионов и обеспечения надежной адгезии клеток. С помощью трасси-
рующей метки установлено, что у семги-пестрятки к 48-му часу с
начала эксперимента плотные контакты становятся непроницаемы-
ми для ионов, исключение составляет лишь небольшой процент сое-
динений этого типа между хлоридными и респираторными клетками
(рис. 72, а, б, см. вкл.). У лососевых восстанавливается ультраструк-
тура десмосом, уменьшаются межклеточные щели в зоне неспециа-
лизированных соединений (рис. 72, в).
Качественные преобразования претерпевает ультраструктура
межклеточных контактов у более устойчивых к ацидификации среды
окуневых и карповых рыб. К 12-му часу, помимо плотного контакта,
морфологические характеристики которого не изменяются, они ох-
ватывают промежуточное соединение и одну или несколько десмосом
(рис. 72, г). Последние являются не только самыми эффективными
адгезивными структурами, но и способны ограничивать проницае-
мость парацеллюлярных путей для диффузии ионов из тканей. Дей-
ствительно, у карася, межклеточные соединения которого при закис-
лении воды (pH 4.5—5.5) трансформируются от одиночного плотного
контакта до «терминального замка», скорость потери Na+ из эпите-
лия жабр после кратковременного увеличения снижается и через 1
сут кислотного воздействия достигает контрольного уровня (Турстон
и др., 1979).
Среди клеток жаберного эпителия исследованных рыб наиболь-
шей чувствительностью к кислотному, как и к осмотическому, фак-
тору среды характеризуются хлоридные клетки.
У карповых и лососевых в период 0.5—2 сут кислотного воздей-
ствия ультраструктура около 50 % хлоридных клеток эпителия
филамента свидетельствует о повышении функциональной активно-
сти. Клетки гипертрофированы и содержат множество полиморф-
ных митохондрий с интенсивно осмирующимся матриксом и пла-
стинчатыми кристами (рис. 73, а, б, см. вкл.). Преимущественная
локализация митохондрий вблизи апикальной мембраны предпола-
гает усиление транспортных процессов в клетках. Этому способству-
ет и значительное увеличение активности СДГ в эпителии жабр
(Турстон и др., 1979). Тесное прилежание митохондрий к мембра-
нам тубулярного ретикулума (рис. 73, а, б) может облегчить перенос
молекул АТФ к ионным насосам, активизируя тем самым транспорт
ионов в клетке.
Важным компенсаторным механизмом является интенсивное раз-
витие тубулярного ретикулума в хлоридных клетках (рис. 73, а, б).
Как показано на жабрах карася, оно коррелирует с повышением
уровня активности АТФазного комплекса (Турстон и др., 1979).
В отличие от карповых и окуневых у всех исследованных лососе-
вых рыб активизируется тубуло-везикулярная система (рис. 73, б, в).
Многочисленные темные и светлые везикулы сливаются с апикаль-
ной плазмалеммой (рис. 73, г). Развитие везикулярного компонента
тве свидетельствует в пользу существования трансцеллюлярного
транспорта ионов, но прямые доказательства этого пока отсутствуют.
Предполагается, что с помощью светлых везикул из хлоридных кле-
8*
115
ток выводятся СГ и ЫНц, что предотвращает ацидоз крови (Laurent,
Perry, 1991; Goss et al., 1992). Мукополисахаридное содержимое тем-
ных везикул может участвовать в образовании слоя слизи на поверх-
ности хлоридной клетки в первые часы воздействия, когда слизистые
клетки еще недостаточно активны. В период 0.5—2 сут кислотного
воздействия прогрессирует активация синтеза белка и РНК в хло-
ридных клетках. Как показано на жабрах карася, пик интенсивности
включения в клетки 3Н-глицина (12 ч) коррелирует с чрезвычайной
насыщенностью цитоплазмы рибосомами и пролиферацией цистерн
ГЭР (рис. 69, Л; 73, а, д). Изменения организации ядерного аппара-
та — расширение ядрышка, его смещение к ядерной оболочке, кон-
денсация гетерохроматина по периферии кариоплазмы, заполнение
ядерных пор электронно-плотным содержимым (рис. 74, а, см. вкл.)
соответствуют 4-кратному увеличению интенсивности включения в
хлоридные клетки 3Н-уридина (рис. 69, Б).
У всех исследованных видов рыб наружная плазмалемма хлорид-
ных клеток формирует углубленную апикальную ямку (рис. 73, б,
в). Это преобразование рассматривается как одна из наиболее общих
реакций хлоридной клетки на кислотное воздействие, способствую-
щая увеличению числа ионных каналов (см.: Матей, 1990а). В этом
случае, даже если часть их блокирована прямым действием Н*
(Maetz, 1973; McDonald, 1983; Wright, Wood, 1985), поступление
ионов в клетку может осуществляться достаточно успешно. Кроме
того, в полости ямки концентрируется слизь, связывающая Са2*, не-
обходимый для восстановления морфофункциональных характери-
стик клеток и межклеточных контактов в жаберном эпителии рыб.
Ультраструктурные преобразования, свидетельствующие об акти-
вации деятельности клеток, распространяются и на респираторные
клетки жаберного эпителия. Как и в хлоридных, в респираторных
клетках в период 0.5—2 сут эксперимента развивается комплекс
реакций, связанных с интенсификацией синтеза белка и РНК. Он
включает перестройку ядерного аппарата, значительное развитие
ГЭР, насыщенность цитоплазмы свободными рибосомами (рис. 74,
б). Респираторные клетки, больше чем другие компоненты эпители-
альной ткани жабр, подвержены гипертрофии, из-за которой поверх-
ность этих клеток становится более выпуклой, но рисунок микро-
гребней сохраняется (рис. 74, в).
Повышением функциональной активности характеризуются и ги-
пертрофированные слизистые клетки (рис. 74, г). Особенно интен-
сивное выведение слизи отмечено у полярных по своей чувствитель-
ности к действию низких значений pH видов рыб — окуневых и ло-
сосевых.
Возрастание объемов основных типов клеток жаберного эпителия
рыб при содержании их в кислой среде более 12 ч приводит к его
гипертрофии (рис. 75). Однако это не единственная причина увели-
чения высоты эпителия. У некоторых видов рыб (у окуня к концу
1-х суток, у лососевых — ко 2-м суткам кислотного воздействия) в
эпителии филаментов существенно увеличивается количество тем-
116
Рис. 75. Динамика изменений высоты жаберного эпителия окуня и семги-пестрятки
при длительном закислении воды.
/, 2 — высота эпителия филамента (/) и ламеллярного эпителия (2), окунь, pH
5.0; 3, 4 — высота эпителия филамента (J) и ламеллярного эпителия (4), семга,
pH 5.5. По оси абсцисс — время, сут; по оси ординат — высота эпителия,
мкм. Вертикальные отрезки — 95%-ные доверительные интервалы.
ных хлоридных клеток. Обычно это связывается с возрастанием про-
лиферативной активности слоя камбиальных клеток (Матей, Хара-
зова, 1982, 1993; Chretien, Pisam, 1986; Zenker et al., 1987). Дейст-
вительно, применение 3Н-тимидина позволило установить, что у
окуней за 1 сут кислотного воздействия индекс меченых ядер не-
дифференцированных и хлоридных клеток достоверно возрастает
(табл. 6).
Меченые хлоридные клетки в этот период обнаруживаются толь-
ко в промежуточных слоях эпителия филамента и не могут прини-
мать непосредственного участия в процессах ионной регуляции. Ве-
роятно, восстановление уровня поглощения солей из закисленной
среды жабрами рыб к концу 1-х суток умеренного кислотного воз-
действия (Виноградов, 1979; Турстон и др., 1979) осуществляется
зрелой, функционально активной частью популяции хлоридных кле-
ток, расположенных на поверхности эпителия.
Ацидификация воды не влияет на скорость обновления респира-
торных клеток с коротким циклом (табл. 6). У окуня, так же как и
в контроле, они через 24 ч обнаруживаются в верхнем слое эпителия
филаментов.
117
Таблица 6
Включение 3Н-тимидина в жаберный эпителий окуня в норме и при закислении среды
Клетки pH среды Доля меченых клеток, в % от общего их числа
1 ч 6 ч 12 ч 24 ч
Н едиффере нцирова иные 7.6 46.1 ±1.6 (50) 49.3±2.9 (50) 38.7±5.1 (45) 39.8±3.3 (40)
5.5 28.1 ±2.5 (50) 56.4±4.2 (50) 47.6±2.5 (45) 43.7±3.7 (45)
Хлоридные 7.6 5.0±2.1 (50) 6.6±2.6 (50) 7.3±1.8 (45) 16.0±4.1 (50)
5.5 4.6± 1.9 (50) 12.0±7.7 (50) 15.7±2.9 (50) 29.5±3.7 (40)
Респираторные 7.6 5.4±1.3 (45) 5.5±1.7 (50) 7.8± 1.6 (45) 20.4±3.4 (50)
5.5 5.8±1.5 (35) 7.3±1.5 (40) 7.7±2.2 (45) 27.2±2.9(50)
Клетки pH среды Доля меченых клеток, в % от общего их числа
3 сут 5 сут 7 сут 10 сут
Недифференцированные 7.6 41.1 ±3.6 (40) 34.5±3.9 (35) 34.1 ±2.4 (30) 40.1 ±3 (30)
5.5 33.4±4.2 (40) 47.2±4.0 (30) 48.7±.2.9 (30) 27.6±3 (30)
Хлоридные 7.6 18.9±4.5 (40) 27.1 ±4.6 (35) 28.9±3.9 (30) 28.3±4 (35)
5.5 38.0±3.7 (30) 68.9±4.0 (40) 59.1 ±3.6 (35) 60.6±4 (30)
Респираторные 7.6 12.3±1.9 (35) 15.4±2.1 (35) 14.6±2.4 (30) 13.9±2 (35)
5.5 17.4±2.9 (30) 18.2±2.8 (40) 15.8±2.1 (35) 16.6±2 (30)
Примечание. В скобках указано количество исследованных жаберных лепестков.
Умеренная кислотная нагрузка вызывает прогрессирующую гипе-
ремию жабр исследованных рыб. Этот эффект, как и при других
стрессорных воздействиях, скорее всего, стимулируется повышением
содержания в крови катехоламинов из-за активации системы
ГГНС—интерреналовая железа (Ye et al., 1991).
Основные адаптивные реакции в жабрах пресноводных рыб на
ацидификацию среды, так же как и на гипо- и гиперосмоти-
ческие воздействия, осуществляются на 3-й «компенсаторной»
фазе (2—7 сут). В этот период стабилизируются, достигая нового
уровня, достаточного для выживания в умеренно закисленной
среде, основные функции жабр: дыхание, обмен ионов, поддер-
жание кислотно-щелочного равновесия (Виноградов, 1979, 1988,
1990). Это сопряжено с изменениями макро- и микроструктуры
органа.
Пролонгированное (более 2 сут) действие ацидной среды вызыва-
ет развитие комплекса неспецифических изменений жабр: гипертро-
фию лепестков, гипертрофию жаберного эпителия, гиперемию и ги-
персекрецию слизи.
В результате гипертрофии жаберных лепестков утолщаются и
укорачиваются респираторные ламеллы, сокращаются расстояния
между ними, а дистальные участки филаментов приобретают колбо-
образный вид (рис. 76, а, б, см. вкл.). Следствием этого может быть
сокращение общей диффузионной поверхности органа (Mueller et al.,
1991). Определяющим фактором гипертрофии жаберных лепестков
является увеличение высоты жаберного эпителия (рис. 75). Оно в
свою очередь обусловлено гипертрофией и гиперплазией эпителиаль-
ных клеток. Установлено, что в толерантном диапазоне значений pH
воды в течение 7 сут воздействия число хлоридных клеток в эпителии
жабр независимо от вида рыб увеличивается в 2—3 раза (Матей,
19876; Wendelaar Bonga et al., 1990a; McDonald et al., 1991a; Матей,
Харазова, 1993). Этот эффект объясняется усиленной секрецией кор-
тизола, регулирующего численность ионоцитов в эпителии жабр (см.
гл. 5.2).
Гиперплазия хлоридных клеток поддерживается за счет высокой
пролиферативной активности эпителиальной ткани. С помощью ав-
торадиографии (табл. 6) и прямого подсчета хлоридных клеток в
эпителии жабр окуня мы установили, что максимальных значений
их количество достигает на 5—7-е сутки. Меченные 3Н-тимидином
хлоридные клетки распределяются не только в промежуточных слоях
эпителия филамента, но и выходят на его поверхность, становясь ак-
тивно функционирующими ионтранспортирующими элементами
ткани.
Эпителий филамента после 5 сут кислотного воздействия насы-
щен не только зрелыми, но и дополнительными хлоридными клетка-
ми. У лососевых и окуневых рыб они объединены в многоклеточные
хлоридные комплексы (Матей, Харазова, 1983; Leino et aL, 1987а;
Матей, 19876; Wendelaar Bonga et al., 1990a). Ультраструктура ком-
плексов аналогична таковой у рыб при гипертонической нагрузке:
зрелые и дополнительные клетки, формирующие общую апикальную
1 19
ямку, взаимодействуют между собой с помощью проницаемых плот-
ных контактов (рис. 77, а—в, см. вкл.).
Функциональный смысл образования хлоридных комплексов в
эпителии жабр адаптированных к ацидной среде рыб до сих пор ди-
скутируется. Считается, что комплекс, объединяющий несколько
ионтранспортирующих клеток, является более мощной структурной
единицей для активного поглощения ионов, чем одиночная клетка
(Матей, 1986а). Через высокопроницаемые плотные контакты хло-
ридных комплексов могут диффундировать не только «сильные»
ионы, но и кислотные эквиваленты (McDonald, Prior, 1988; Laurent,
Perry, 1991). Этот механизм чрезвычайно важен для адаптации пре-
сноводных рыб к закислению воды.
Способность к формированию хлоридных комплексов не является
универсальной реакцией жаберного эпителия рыб на ацидификацию
среды и зависит от таксономической принадлежности или экологии
рыб. В пределах сем. Cyprinidae эта реакция отсутствует у карпа
(Матей, Жабрева, 1989) и пимефалеса (Leino, McCormic, 1984), но
у карася и леща, по нашим данным, комплексы появляются в те же
сроки (4—5-е сутки) и примерно в том же количестве, что и у лосо-
севых рыб.
Дальнейшее развитие компенсаторных реакций на закисление,
так же как и на гипертоническое воздействие, включает изменение
качественного состава жаберного эпителия. После 5 сут у всех ис-
следованных нами рыб хлоридные клетки мигрируют из филамента
в респираторный эпителий. Характер их распределения на поверх-
ности ламелл различен: у карпа, леща и европейского окуня из за-
кисленной жесткой воды хлоридные клетки локализуются только в
базальной и центральной части ламелл, а у лососевых и американ-
ского окуня из мягкой закисленной воды — по всей их площади, за-
нимая значительную часть поверхности (рис. 78, а—в, см. вкл.). Это
подтверждает предположение, что снижение минерализации среды
усиливает эффект ее закисления (Матей, 1984; Leino et al., 1987b;
Laurent, Perry, 1991). Поскольку площадь поверхности респиратор-
ных ламелл многократно превышает таковую филаментов, основное
поглощение ионов в этот период кислотного воздействия, скорее все-
го, перемещается в респираторные ламеллы. Транспорт ионов в ла-
меллах должен быть более интенсивным, поскольку диффузионный
барьер в них значительно тоньше, чем в филаментах. По-видимому,
перемещение значительного количества хлоридных клеток в ламел-
лы представляет один из действенных механизмов активации сорбции
ионов на заключительных этапах адаптации рыб к ацидной среде.
Гиперплазия хлоридных клеток по времени совпадает с постепен-
ной нормализацией их ультраструктуры. Содержание митохондрий
и степень развития ТР в одиночных клетках заметно снижаются по
сравнению с таковыми на 2-й фазе адаптивной реакции (рис. 79, а,
см. вкл.). Параллельно уменьшается активность в клетках жабр СДГ
и Na+, К+-АТФазы до уровня, сравнимого с контрольным (Турстон
и др., 1979). Стабилизация состояния ядерного аппарата и ГЭР кор-
релирует со снижением синтетической активности хлоридных кле-
120
ток (рис. 69, А, Б). В результате гипертрофии их поверхность стано-
вится плоской или выпуклой (рис. 79, б).
Компенсаторная реакция жабр исследованных рыб на хрониче-
ское закисление среды характеризуется прогрессирующей гипертро-
фией и гиперплазией слизистых клеток. Последняя регулируется по-
вышением уровня пролактина в крови (см. гл. 5.2). В результате это-
го, например, у семги-пестрятки общее количество слизистых клеток
в эпителии филамента через 5 сут увеличивается в 5, а у окуня ев-
ропейского в 7 раз по сравнению с исходным уровнем.
Слизистые клетки особенно многочисленны в межламеллярных
участках и на вершинах жаберных лепестков (рис. 76, п; 79, в; 80,
а, см. вкл.). У лососевых рыб через 5 сут воздействия они обнару-
живаются и в эпителии респираторных ламелл (рис. 80, б). В этом
отделе эпителия клетки более мелкие, чем в филаментах, полностью
сформированные и находятся в фазе выведения секрета. Вероятно,
они мигрируют сюда из эпителия филамента. В результате гиперпла-
зии и высокой функциональной активности слизистых клеток жабры
рыб покрываются пленкой слизи, наиболее плотной у лососевых рыб
(рис. 77, в).
Аккумуляция слизи на поверхности жабр представляет неотъем-
лемый компонент адаптивной реакции на длительное кислотное воз-
действие. Слизь облегчает поглощение катионов из ацидной среды
путем их концентрации на поверхности хлоридных клеток и снижает
проницаемость жаберного эпителия, связывая Са2+ (см. гл. 3.1.3).
Высокое содержание в слизи карбоангидразы может облегчать экс-
крецию СО2 путем поддержания диффузионного градиента между
кровью и водой (Rahim et al., 1988; Wright et al., 1989; Laurent, Perry,
1991). Наконец, она предохраняет клетки, расположенные на по-
верхности жаберного эпителия, от прямого повреждающего дейст-
вия Н+. У рыб из ацидной мягкой воды (лососевые) ослизнение жабр
выражено сильнее, чем при высоком уровне ее минерализации (кар-
повые, окуневые).
Механизмы ограничения проницаемости жаберного эпителия для
ионов и клеточной адгезии не изменяются. Плотные контакты апи-
кальных соединительных комплексов по-прежнему непроницаемы
для ионов, и единственным «открытым» парацеллюлярным путем
служат контакты, соединяющие хлоридные и дополнительные клет-
ки в комплексах (рис. 77, б). В такой ситуации массированная потеря
ионов представляется маловероятной, что и подтверждается физио-
логическими исследованиями (Виноградов, 1988). Особенности уль-
тратонкой организации терминальных замков — развитие многочис-
ленных десмосом, связь их тонофиламентов с элементами цитоске-
лета контактирующих клеток препятствуют отторжению клеток с
поверхности жаберного эпителия (рис. 80, в). У лососевых рыб в
отличие от окуневых и карповых сохраняются локальные очаги от-
слоения эпителиальной ткани от базальной пластинки в филаментах
и респираторных ламеллах. Это является одной из причин более вы-
раженной гипертрофии жаберного эпителия лососевых по сравнению
с другими видами исследованных рыб (рис. 75).
121
Весомый вклад в увеличение высоты жаберного эпителия при
длительной кислотной нагрузке вносит гипертрофия респираторных
клеток. После 5 сут эксперимента их средние объемы у форели уве-
личиваются в 2, а у карпа в 3 раза по сравнению с контролем (Матей,
19876; Матей, Жабрева, 1989). Это сопровождается фрагментацией
и значительной редукцией системы микрогребней на поверхности
клеток (рис. 81, а, б, см. вкл.).
Ультраструктурные характеристики респираторных клеток ис-
следованных нами рыб, в особенности окуневых, могут свидетельст-
вовать о достаточно высокой синтетической активности (рис. 81, в).
В то же время они по-прежнему содержат небольшое количество
беспорядочно распределенных митохондрий с матриксом низкой
электронной плотности и слабо развитыми кристами. В клетках,
расположенных на поверхности эпителия, присутствуют лизосомы
(рис. 81, г).
Иной характер изменений ультраструктуры респираторных кле-
ток описан при респираторном ацидозе у американского канального
сомика (Goss et al., 1992). Развитие митохондриального аппарата и
увеличение общей площади апикальной плазмалеммы прямо связы-
ваются с участием респираторных клеток в процессах обмена Na+
Это предположение представляется мне малоубедительным, посколь-
ку общее содержание митохондрий в респираторных клетках, судя
по опубликованным микрофотографиям, существенно меньше, чем в
хлоридных, а тубулярный ретикулум, несущий ионные насосы, от-
сутствует. Нет и прямых физиологических доказательств существо-
вания активного поглощения ионов респираторными клетками. Ве-
роятно, в закисленной, как и в обычной пресной воде, основная фун-
кция этих клеток состоит в обмене дыхательных газов, а не в актив-
ном транспорте солей (см. гл. 3.1.1).
При пролонгированном кислотном воздействии, когда общая диф-
фузионная поверхность жабр сокращается, толстый слой слизи за-
трудняет диффузию газов, значительная часть респираторных кле-
ток на поверхности ламеллярного эпителия замещается хлоридными,
а величина диффузионного барьера существенно возрастает, поддер-
жание газообмена осуществляется на организменном и органном
уровнях. Помимо учащения сердечных и дыхательных ритмов, воз-
растания гематокрита и уровня гемоглобина в крови (см. гл. 5.2)
адаптивные реакции включают значительную гиперемию жабр. Она
не носит патологического характера, расширение кровеносных сосу-
дов регулируется усиленным выбросом катехоламинов, присущим
рыбам из ацидной среды (Ye et al., 1991).
Макро- и микроструктура жабр всех видов исследованных рыб не
меняются после 7 сут пребывания в среде, закисленной в диапазоне
pH 4.5—5.5. Это позволяет заключить, что описанный выше комп-
лекс морфологических реакций переводит орган в новое состояние,
которое позволяет ему осуществлять обмен газов и ионов в условиях
длительного закисления среды.
122
5.3.4. Ультраструктура жабр пресноводных рыб
из природных закисленных водоемов
Морфология жаберного аппарата рыб из природных ацидных во-
доемов изучена в значительно меньшей степени, чем при экспери-
ментальном кислотном воздействии (Матей, 1984; Chevalier et al.,
1985; Karlsson-Norrgren et al., 1986b; Leino et al., 1987b; Jagoe, 1988;
Jagoe, Haines, 1990; Матей и др., 1994). Эти работы представляют
особый интерес в связи с расширением зоны антропогенного закис-
ления поверхностных пресных вод и вызванным им сокращением по-
пуляций рыб-эндемиков закисленных водоемов или видов, заходя-
щих в ацидные ручьи или мелкие реки.
В 1989—1992 гг. нами совместно с В. Т. Комовым, Т. Хайнсом и
Ч. Джаго было проведено комплексное обследование большой груп-
пы озер из 3 регионов севера и северо-запада России: Вологодской
(Дарвинский государственный заповедник) и Костромской областей
и Карелии. В каждом регионе исследованные озера располагались
вблизи друг от друга и различались по уровню закисления, степени
гумификации и трофическому статусу (Haines et al., 1992; Комов,
Лазарева, 1994).
Среди исследованных озер преобладали ацидные, источником за-
кисления которых были атмосферные осадки (Комов, Степанова,
1994). Из 5 озер Дарвинского заповедника 4 были значительно за-
кислены (pH 4.6—4.8); из 13 карельских озер закислению подверг-
лись 11 (pH 4.5—5.9), а из 5 Костромских озер — только 2 (pH 5.0
и 5.8) (табл. 7). Величины pH в нейтральных озерах варьировали от
7.5 до 8.1.
В ацидных озерах всех трех регионов вода была слабоминерали-
зованной (суммарная концентрация двухвалентных катионов до
30 мг/л), ее цветность, определяющаяся уровнем гумификации,
варьировала от 3 до 180° (Комов, Лазарева, 1994). Среди исследо-
ванных 23 озер преобладали значительно гумифицированные темно-
водные (табл. 7). В воде ацидных озер Дарвинского заповедника и в
теле обитающих в них рыб регистрировалось повышенное содержа-
ние ртути, алюминия и железа (Haines et al., 1992; Комов, Степа-
нова, 1994); аналогичные предварительные данные были получены
нами и для озер Карелии и Костромской обл.
Ихтиофауна ацидных озер из 3 исследованных регионов была
крайне обеднена и представлена в основном окунем, наиболее рези-
стентным к закислению видом пресноводных рыб. Обширные попу-
ляции окуня населяли и нейтральные озера. Это дало нам уникаль-
ную возможность исследовать ультраструктуру жаберного аппарата
окуня из водоемов с различным уровнем ацидификации и сравнить
ее с таковой у рыб из нейтральных озер, расположенных в тех же
регионах.
Используя методы электронной и световой микроскопии и разно-
образные морфометрические методики, мы обнаружили существен-
ные различия в макро- и микроструктуре жабр окуня из ацидных и
нейтральных озер северных регионов России (табл. 7, 8).
123
Таблица 7
Некоторые морфологические характеристики жабр окуня из ацидных и нейтральных озер северных регионов России
Наименование региона и озера pH воды Морфологические критерии
Гипертрофия жаберных лепестков Слияние респиратор- ных ламелл Гипертрофия эпителия Гиперплазия эпителия Гиперсекре- ция слизи Хлоридные клетки в респиратор- ном эпителии Преципита- ция метал- лов в клетках эпителия
Вологодская обл. (Дарвинский заповедник) Дорожив2 4.6 + +
Дубровское1 4.6 +-Н- -н- -Н-+ 4-Н- 4—Н- 4-4-4- 4-4-
Мотыкино2 4.8 ++ + 4-4- -Н- 4-4- + —
Утешково1 4.8 + — + + + 4- 4-4-
Хотавец1 7.9 — — — — — — —
Костромская обл. Подлесное1 5.0 + — 4-4- + + + +
Русиловское1 5.8 + — + + + + —
Скомороховское1 6.9 + — — — + — —
Рыболовское1 7.5 — — — — — — —
Половчиновское1 7.6 — — — — — — —
Карелия Ламба Вегарус1 4.5 4-Н- 4-4-1- 4-1- 4-4- 4 4-4 4-4- 4-4-
Илякялькенярви1 4.6 4-Н- -н- -Н-+ 4-4- 4-4-4- 4-4- +
Голубая Ламба2 4.6 •4-4- — + + + + —
Грушина Ламба2 4.6 + — + + -Н- + СО
Вуонтоленярви1 4.6 4—Н- ++ 4-4- 4-4-4- 4-4-4- -Н- -Н-
Леукунярви1 4.9 4—Н- + 4-4- 4-4- 4-4- + со
Чучьярви2 5.0 -н- + -н- — 4- 4- —
Вегарусярви1 5.1 -н- — 4-4- + + + —
Кабозеро1 5.5 + — + + 4- + со
Суоярви1 5.8 + — + — .4- — —
У рос 2 5.9 — — — — + — со
Вендерское2 7.0 — — — — — — со
Саргозеро1 7.9 — — — — — — —
1 2
Примечание. — темноводные озера, — светловодные озера, СО — сведения отсутствуют.
Они в общих чертах сравнимы с данными, полученными в иссле-
довании жабр пресноводных рыб из слабоминерализованных, с вы-
соким содержанием алюминия водоемов Канады (Chevalier et al.,
1985), Швеции (Karlsson-Norrgren et al., 1986b) и США (Leino et al.,
1987b; Jagoe, 1988; Jagoe, Haines, 1990).
Наиболее серьезные отклонения от нормы отмечены в жабрах рыб
из озер с минимальными значениями pH 4.5—5.1 (табл. 7). Жабер-
ные лепестки у них чрезвычайно гипертрофированы, ламеллы нео-
бычайно укорочены и утолщены по сравнению с таковыми у рыб из
нейтральных озер (рис. 82, а, б, см. вкл.) (табл. 7). Изменения об-
щей структуры жабр окуней в исследованных светловодных ацидных
озерах обычно этим ограничиваются. У рыб из темноводных закис-
ленных озер (Дубровское, Леукунярви, Вегарусярви, Ламба Вегарус)
спектр структурных аномалий значительно расширен и включает
колбообразные вздутия респираторных ламелл (12—20 % от общего
числа исследованьях ламелл), их скручивание (20—40 %) и редук-
цию в дистальных участках филаментов (4—10 %) (рис. 83, б— е,
см. вкл.). При значениях pH 4.5—4.6 часто встречается одна из на-
иболее тяжелых патологий — слияние двух и более респираторных
ламелл в единое аморфное образование (рис. 82, в; 83, в) (табл. 7).
Такие аномалии не отмечены у окуней из светловодных озер, закис-
ленных до тех же уровней pH. Исключением были 2 из 7 исследо-
ванных рыб из оз. Чучьярви — у них слияние ламелл было неполным
(рис. 82, г). У окуней из темноводного оз. Вегарусярви наблюдалась
необычная патология — локальные регулярные вздутия филаментов,
связанные с разрастанием эпителиальной ткани (рис. 82, б).
У всех рыб из ацидных озер 3 исследованных регионов жабры бы-
ли гиперемированы, а расширенные капилляры переполнены эрит-
роцитами (рис. 83, б, г).
Морфометрия жабр окуней из ацидных озер с pH 4.5—5.1 пока-
зала, что главной причиной гипертрофии жаберных лепестков явля-
ется утолщение эпителиальной ткани. Существует прямая зависи-
мость между степенью закисления воды и увеличением высоты эпи-
телия, филаментов и респираторных ламелл (табл. 8). Макси-
мальных значений эти показатели достигают у рыб из наиболее
закисленных озер. Очень важна и степень гумификации водоема: при
одинаковом уровне ацидификации воды жаберный эпителий толще
У рыб из темноводных озер (табл. 8), в которых концентрация А1,
Mg и Fe выше, чем в светловодных (Комов, Степанова, 1994).
Как и при экспериментальном длительном закислении среды, в
эпителии жабр происходит гиперплазия хлоридных и слизистых кле-
ток. Количество хлоридных клеток в эпителии филаментов жабр
окуней из ацидных озер Карелии и Вологодской обл. с самым низким
Уровнем pH воды (4.5—4.6) в 3.5—4 раза выше, чем в нейтральных
озерах из тех же регионов. Большая часть хлоридных клеток кон-
центрируется на поверхности эпителия филамента (рис. 84, а, б, см.
вкл.). В жабрах рыб из озер Мотыкино, Дубровское, Подлесное они
объединены в многоклеточные хлоридные комплексы (рис. 84, в, г).
125
Таблица 8
Высота жаберного эпителия (в мкм) окуня из ацидных и нейтральных озер
северных регионов России
Озеро pH воды Филамент Респираторная ламелла Количество исследованных рыб
Хотавец1 7.9 18.4+0.5 4.8±0.2 7
Мотыкино2 4.8 42.8+1.1* 10.5±0.3* 7
Утешково1 4.8 46.3+1.0* 7.1 ±0.5* 5
Дубровское1 4.6 53.8± 1.1* 14.1 ±0.6* 8
Дорожив2 4.6 49.0+1.0* 9.1 ±0.2* 5
Половчиновское1 7.6 17.0±0.7* 3.2±0.2* 6
Русиловское1 5.8 27.1±1.2* 5.2±0.3* 7
Подлесное1 5.0 27.6±1.3* 5.7±0.2* 8
Саргозеро1 7.9 17.4±0.6* 4.5±0.2* 6
Голубая Ламба2 4.6 30.7+0.9* 8.4±0.3* 7
Ламба Вегарус1 4.6 39.2±1.5* 9.6±0.3* 9
Примечание. 1 — темноводные озера, 2 — светловодные озера, * — различия
контролем достоверны (Р < 0.05).
Обилие молодых клеточных форм в промежуточных слоях эпите-
лия филамента косвенно свидетельствует об активности процессов
пролиферации в эпителии жабр. Распространение хлоридных клеток
у рыб из ацидных озер всех исследованных регионов не ограничива-
ется эпителием филамента. Они в большом количестве содержатся и
в эпителии респираторных ламелл (рис. 85, а—в, см. вкл.). Это кар-
динально отличает ультраструктуру жаберного эпителия рыб из
ацидных и нейтральных озер.
Гиперплазия слизистых клеток характерна для окуней из всех
ацидных озер независимо от их цветности (рис. 86, а, см. вкл.). В
эпителии филаментов рыб из озер Дубровское и Дорожив (Вологод-
ская обл.) количество этих клеток в 2 раза выше, чем в нейтральном
оз. Хотавец. Таково же соотношение этих клеток в жабрах рыб из
Костромской обл. У рыб из этих 2 озерных систем в составе эпителия
филаментов обнаруживаются и палочковые клетки (рис. 86, б).
Следствием развития железистого компонента жаберного эпителия
рыб из ацидных озер является обильное отделение слизи на поверх-
ности органа (табл. 7).
Существенные различия в структуре жабр окуней из значительно
закисленных (pH 4.5—5.1) и нейтральных озер из 3 исследованных
регионов обнаруживаются и на клеточном и субклеточном уровнях.
Все клетки, формирующие жаберный эпителий этих рыб, значи-
тельно гипертрофированы. В связи с этим меняется и наружный
рельеф эпителиальных клеток. Выпуклой, а не вогнутой, как у рыб
126
и3 нейтральных озер, становится апикальная поверхность хлоридных
клеток; укорачиваются, расширяются и в некоторых участках исче-
зают микровилли (рис. 87, а—г, см. вкл.). Замкнутый концентриче-
ский рисунок на поверхности респираторных клеток нарушается из-
за фрагментации и частичной редукции микрогребней (рис. 87, б—
г). растяжение плазматических мембран, следствием которого явля-
ются эти изменения, в большей степени выражено в клетках
ламеллярного эпителия (Матей и др., 1994).
Ультраструктура хлоридных клеток жабр рыб из всех ацидных
озер отличается от таковой из нейтральных чрезвычайным развити-
ем тубулярного ретикулума, увеличением количества и заметным
расширением митохондрий, сопровождаемым разрежением их мат-
рикса и редукцией крист (рис. 88, а—в, см. вкл.).
У рыб из темноводных ацидных озер отмечены и более серьезные
нарушения ультраструктуры хлоридных клеток: локальная деструк-
ция матрикса цитоплазмы и образование в этой зоне канальцеобраз-
ных структур (оз. Дубровское); обилие ламеллярных и мультивсзи-
кулярных телец (озера Вуонтоленярви, Леукунярви, Подлесное, Ру-
силовское) (рис. 88, г, г)). В жабрах этих рыб отмечается повышенное
содержание дегенерирующих хлоридных клеток с пикнотическими
ядрами.
Особенностью ультраструктуры хлоридных клеток рыб из ряда
темноводных ацидных озер (Дубровское, Утешково, Ламба Вегарус,
Илякялькенярви, Вуонтоленярви, Подлесное) является присутствие
в них множества лизосомоподобных структур диаметром 0.8—5 мкм,
густо заполненных электронно-плотным содержимым. Они не выяв-
ляются у рыб из светловодных озер. Эти структуры располагаются
преимущественно в перинуклеарной зоне хлоридных клеток эпите-
лия филаментов и респираторных ламелл поблизости от расширен-
ных цистерн ГЭР и комплексов Гольджи и напоминают вторичные
лизосомы (рис. 89, а—в, см. вкл.). Более мелкие (до 3 мкм) лизосо-
моподобные образования выявляются и в респираторных клетках из
перечисленных выше темноводных ацидных озер (рис. 89, г). От них
свободны лишь слизистые клетки и недифференцированные, лежа-
щие в основании эпителиального пласта.
С помощью рентгеноструктурного анализа и атомной абсорбцио-
метрии установлено, что содержимое аналогичных лизосомоподоб-
ных образований в хлоридных клетках жабр рыб из слабоминерали-
зованных ацидных озер включает А1, и это служит одним из способов
нейтрализации металлов в клетках эпителия жабр (Chevalier et al.,
1985; Karlsson-Norrgren et al., 1986a, 1986b; Youson, Neville, 1987;
Jagoe, 1988; Galle et al., 1990). Такие клетки быстро дегенерируют и
слущиваются с поверхности эпителия. Мы предполагаем, что и клет-
ки жаберного эпителия рыб из исследованных нами темноводных
ацидных озер также включают преципитаты металлов. Поскольку
процент этих клеток достаточно высок, ионтранспортирующие ха-
рактеристики эпителиальной ткани у рыб из таких озер могут быть
ниже, чем из нейтральных или светловодных ациднык водоемов, где
клетки с электронно-плотными включениями отсутствуют.
127
Никаких структурных модификаций не обнаружено нами в сли-
зистых клетках жабр рыб из ацидных водоемов. Их гипертрофия и
гиперплазия сочетаются с высокой функциональной активностью
(рис. 86, в). Ослизнение выражено в жабрах рыб из темноводных
ацидных озер. Вероятно, благодаря защитным свойствам слизи не
только частично нейтрализуется кислотный эффект, но и связыва-
ются на поверхности наружной плазматической мембраны ионы ме-
таллов. Усиление слизеотделения отмечено у различных видов рыб
из закисленных озер и рек (Матей, 1984; Karlsson-Norrgren et al.,
1986b).
Как и при длительном экспериментальном закислении среды, в
жабрах рыб из ацидных озер усложняется ультраструктура межкле-
точных контактов. Они содержат большое количество десмосом, ко-
торые отсутствуют или слабо развиты у окуней из нейтральных озер
(рис. 90, а—г, см. вкл.). Мы предполагаем, что именно эти высоко-
адгезивные структуры в природе, как и в эксперименте (гл. 5.3.3),
предотвращают дезагрегацию жаберного эпителия, что подтвержда-
ется значительной высотой последнего. Возможно, они в определен-
ной мере ограничивают и проницаемость жаберного эпителия для
ионов и воды.
У окуней, обитающих в менее закисленных озерах (pH 5.5—5.9),
изменения макро- и микроструктуры жабр выражены в меньшей сте-
пени, чем при более высоких уровнях ацидификации воды. У них не
обнаружено слипания или редукции ламелл, накопления преципи-
татов металлов в матриксе цитоплазмы эпителиальных клеток или
лизиса части клеточных органоидов (рис. 89, г). Однако гипертрофия
и гиперплазия слизистых и хлоридных клеток, присутствие послед-
них в обоих отделах жаберного эпителия и особенности ультратонкой
организации межклеточных соединительных комплексов сохраняют-
ся при любом уровне закисления воды.
5.4. Заключение
Ответная реакция жабр пресноводных рыб на кислотное воздей-
ствие не зависит от их таксономической принадлежности и экологи-
ческих характеристик, а определяется силой и длительностью дейст-
вия этого фактора и ионным составом среды (Wood, McDonald, 1982;
McDonald, 1983).
В острых экспериментах (pH 3.5—3.8) установлено, что основной
«мишенью» для Н+ служат хлоридные клетки жаберного эпителия
рыб. Деструкция внутриклеточных мембранных систем и митохонд-
рий практически полностью ингибирует поглощение солей из внеш-
ней среды, нарушение межклеточных взаимодействий снижает адге-
зивные характеристики плазмалемм и увеличивает утечку ионов из
организма рыб (Виноградов и др., 19836; Матей, Комов, 1983; Тагу-
нов и др., 1984). Этот эффект объясняется способностью Н+ замещать
Са2+ на поверхности клеточных мембран и в межклеточном цементе
(McDonald, 1983). При летальных концентрациях Н+ (pH < 3.5) та-
128
ким путем из Са-связывающих групп утрачивается около 50 % Са2
(Reid et al., 1991). Массированная потеря ионов из жаберного эпи-
телия и поступление в него по градиенту концентрации Н+ вызывает
обессоливание и ацидоз крови, приводящие к гибели рыб.
Эффект острого кислотного воздействия на жабры рыб, как и по-
следствия деминерализации воды, исчезает при внесении в воду со-
единений Са, что подтверждает гипотезу о ведущей роли этого иона
в стабилизации структуры и функции жабр при закислении среды
(McDonald, 1983; McWilliams, 1983; Hunn, 1985; Laurent, Perry,
1991; Reid et al., 1991). Механизмы адаптации жаберного аппарата
рыб к закислению и деминерализации воды однотипны. Это объяс-
няется общностью физиологических эффектов этих двух факторов:
ингибированием активного транспорта ионов и увеличением их по-
тери через жаберный эпителий. В умеренно закисленной (pH 4.5—
5.5) воде дефицит солей в жидкостях организма предотвращается
поддержанием высокого уровня абсорбции и ограничением проница-
емости жаберного эпителия для ионов.
Как и при гипотонической нагрузке, угнетение сорбции ионов при
ацидификации воды компенсируется двумя сопряженными механиз-
мами. Первый — быстрые (0.4—24 ч) преобразования хлоридных
клеток, состоящие в развитии тубулярной сети, повышении числа и
функциональной активности митохондрий, возрастании поверхности
хлоридных клеток. Совокупность этих реакций может обеспечить
увеличение числа ионных каналов и насосов и повышение энергети-
ческого потенциала хлоридных клеток, необходимого для поддержа-
ния активного транспорта ионов в условиях, когда процессы их об-
мена ингибируются из-за прямого действия Н+ на мембраны ионо-
цитов.
Дальнейшее обеспечение высокого уровня ионтранспортирующих
функций жабр пресноводных рыб при закислении среды в толерант-
ном диапазоне значений pH просходит за счет системной реакции
жаберного эпителия. Одним из основных компонентов ее является
гиперплазия хлоридных клеток. Как и при других стрессорных воз-
действиях, она стимулируется активацией нейроэндокринной систе-
мы (Donaldson, 1981). Качественный состав жаберного эпителия в
период 3—— 7 сут закисления среды в толерантном диапазоне pH кон-
тролируется кортизолом и пролактином (Aschom, 1979; Nichols,
Huntly, 1986; Wendelaar Bonga, 1990a, 1990b). В результате интен-
сификации пролиферативных процессов, происходящих в эпителии
филаментов, общее число хлоридных клеток в жабрах рыб увеличи-
вается в 3 и более раз (Матей, Харазова, 1993). Значительная часть
их в эпителии филамента объединена в мощные хлоридные комплек-
сы, через высокопроницаемые плотные контакты которых экскрети-
руются кислотные эквиваленты. Это очень важно для адаптации рыб
к ацидной среде (Laurent, Ретту, 1991).
Одним из способов активации абсорбтивных функций жабр, как
и при гипотонической нагрузке, является и миграция хлоридных
клеток в эпителий респираторных ламелл. Вследствие этого он по-
мимо присущих ему дыхательных функций способен транспортиро-
Ч В. Е. Матей 129
вать ионы через гораздо более тонкую, чем эпителий филамента,
ткань в кровь.
Определенный вклад в обмен ионов в жабрах рыб при длительной
ацидификации воды вносят и слизистые клетки. Увеличение их чис-
ла и функциональной активности способствует созданию на поверх-
ности жабр особой микросреды, насыщенной катионами и способной
связывать Са2+ даже в условиях его острого дефицита в воде (см.:
Shepard, 1982; Матей, 1990а; Laurent, Perry, 1991).
Ограничение проницаемости жаберного эпителия для ионов в за-
кисленной среде достигается изменением ультраструктуры плотных
контактов. Динамика их проницаемости та же, что и при деминера-
лизации воды: кратковременное действие Н+ (до 12 ч) вызывает ее
повышение, более длительное — делает плотные контакты непрони-
цаемыми для ионов. Последнее может объясняться мобилизацией эн-
догенного Са2 + , способствующего восстановлению структуры плаз-
малемм (McDonald, 1983; Hunn, 1985). Определенный вклад в огра-
ничение утечки ионов, по-видимому, вносит и усложнение структу-
ры апикальных соединительных комплексов, играющих ведущую
роль в увеличении сил сцепления между клетками.
Морфофункциональные преобразования жаберного эпителия
обеспечивают установление баланса между потерей и поглощением
ионов, необходимого для выживания рыб в ацидной среде. В то же
время увеличение барьера между кровью и внешней средой, вызван-
ное гиперплазией и гипертрофией эпителиальных клеток, преципи-
тация слизи на поверхности жабр, обилие хлоридных клеток в ре-
спираторных ламеллах создают препятствия для диффузии газов
(Marshall, 1978; Ultsch et al., 1980, 1981; Hughes, 1984; Laurent,
Perry, 1991).
Как и при гипоосмотической нагрузке, респираторная и ионооб-
менная функции в жабрах рыб из ацидной среды вступают в конку-
рентные взаимоотношения. Проблемы газообмена у рыб при умерен-
ном закислении воды решаются на самом высоком в иерархическом
отношении — организменном уровне. Интенсификация диффузии
газов достигается путем учащения дыхательных и сердечных ритмов,
регулируемых катехоламинами, усиления кровоснабжения, возра-
стания гематокрита и повышения содержания гемоглобина в эритро-
цитах (Dively et al., 1977; Виноградов, 1979, 1988; Milligan, Wood,
1982; Nieminen et al., 1982; Giles et al., 1984; Laurent, Perry, 1991).
Успех адаптации к ацидной среде определяется достижением комп-
ромисса между функциями ионного обмена и дыхания, реализующи-
мися на едином морфологическом субстрате — жабрах рыб.
В естественных ацидных водоемах направленность изменений
макро- и микроструктуры жабр рыб такая же, как при длительном
экспериментальном закислении. Развитие ряда аномалий, не отме-
ченных при действии одного кислотного фактора, связано со специ-
фикой гидрохимических характеристик закисленных пресных рек и
озер, в первую очередь с повышением в них содержания металлов.
В темноводных озерах, где их концентрация особенно высока, изме-
нения, не связанные непосредственно с фактором закисления, реги-
130
стрирУются на всех Уровнях организации жабр: от органного (дефор-
мация и слипание респираторных ламелл) до субклеточного (де-
сТрукция матрикса цитоплазмы, преципитация металлов). Компен-
саторные механизмы, обеспечивающие поддержание основных физи-
ологических функций жабр, реализуются за счет тканевых (интен-
сивная пролиферация, быстрая замена дегенерирующих хлоридных
и респираторных клеток молодыми формами, гиперплазия слизистых
клеток) и клеточных (развитие органоидов, связанных с транспортом
ионов) адаптаций.
II. ДЕЙСТВИЕ ТОКСИЧЕСКИХ ВЕЩЕСТВ
НА ЖАБРЫ ПРЕСНОВОДНЫХ КОСТИСТЫХ РЫБ
В последние десятилетия резко вырос уровень загрязнения пре-
сных вод отходами промышленности и сельского хозяйства. В состав
сбросов входят вещества, остротоксичные для гидробионтов: соли тя-
желых металлов, пестициды хлор- и фосфорорганической природы,
аммонийные соединения, фенолы, нефть и нефтепродукты и др. (см.:
Метелев и др., 1971; Флеров, 1973, 1989; Лукьяненко, 1983; Ника-
норов, Жулидов, 1991; Spry, Wiener, 1991).
Накапливаясь в воде и грунтах и включаясь в биогеохимический
цикл, они взаимодействуют между собой. Токсичность образующих-
ся при этом соединений может многократно превышать таковую каж-
дого из компонентов. Способность токсических веществ циркулиро-
вать по трофическим цепям представляет реальную опасность для
человека, употребляющего в пищу гидробионтов из отравленных во-
доемов.
Трудно переоценить последствия антропогенного загрязнения на
ихтиофауну пресных водоемов. Гибнут икра и молодь, уничтожаются
нерестилища и нагульные зоны, ограничиваются миграции, возра-
стает процент заболеваемости рыб (Лукьяненко, 1983). Даже субле-
тальные концентрации токсических веществ при кумуляции оказы-
вают мощный отрицательный эффект на многие стороны жизнедея-
тельности этих животных.
Под влиянием токсических веществ изменяется структура жабр
пресноводных рыб (см.: Eller, 1975; Mallatt, 1985; Evans, 1987). Про-
исходит отторжение респираторных клеток с поверхности и очаговый
некроз жаберного эпителия, наблюдаются гипертрофия и гиперпла-
зия клеток эпителия, - колбообразные вздутия, слияние или скручи-
вание респираторных ламелл. Характер этих повреждений и скорость
их развития определяют степень нарушений основных физиологиче-
ских функций жабр. Высокие концентрации токсических веществ,
независимо от их химической природы, ингибируют газообмен и вы-
зывают водно-солевой и кислотно-щелочной дисбаланс. Следствием
этого могут быть развитие ацидоза крови и обессоливание организма,
приводящие к гибели рыб (см.: Evans, 1987).
9*
131
Глава 6
МОРФОФУНКЦИОНАЛЬНЫЕ МЕХАНИЗМЫ
ДЕЙСТВИЯ МЕТАЛЛОВ
НА ЖАБРЫ ПРЕСНОВОДНЫХ РЫБ
Металлы относятся к числу приоритетных загрязнителей поверх-
ностных пресных вод. Большинство из них обладает высокой био-
логической активностью и способностью аккумулироваться в гидро-
бионтах, в частности рыбах (см.: Никаноров, Жулидов, 1991; Spry,
Wiener, 1991).
Характер распределения металлов в теле рыбы определяется не
только их химической природой, но и способом поступления в орга-
низм: с пищей — через желудочно-кишечный тракт или непосредст-
венно из воды — через жабры. Последний способ часто оказывается
более эффективной, а иногда (для РЬ и, вероятно, А1) и единственной
возможностью проникновения металла в организм рыб (Spry, Wiener,
1991). В любом случае среди других органов-«накопителей» (кишеч-
ник, почки, печень) жабры характеризуются высоким уровнем ак-
кумуляции металлов.
Максимальной токсичностью для рыб обладают ионизированные
формы металлов. В отличие от их высокомолекулярных комплексов
они легко транспортируются через плазматические мембраны и об-
ладают прямым цитотоксическим эффектом, вызывающим наруше-
ния ряда физиологических функций рыб (Campbell, Stokes, 1985;
Hutchinson, Spraque, 1987). Помимо способности комплексироваться
с растворенным органическим веществом важную роль в токсичности
металлов для пресноводных рыб играют степень минерализации,
кислотность и температура воды (Campbell, Evans, 1987; Никаноров,
Жулидов, 1991; Spry, Wiener, 1991).
6.7. Действие трассирующих металлов
В последние годы значительно возрос интерес к изучению дейст-
вия на пресноводных рыб так называемых «трассирующих», или
следовых, металлов (trace metals). К этой обширной, но до сих пор
недостаточно исследованной группе относятся алюминий и берил-
лий. Различные по своей химический природе, эти металлы обла-
дают сходным физиологическим эффектом и представляют значи-
тельную опасность для ихтиофауны ацидных водоемов с низким
уровнем минерализации воды (Vesely et al., 1989; Spry, Wiener,
1991).
6.1.1. Алюминий
Ацидные водоемы с низкой буферной емкостью воды характери-
зуются повышенным содержанием алюминия (см.: Rosseland,
Henriksen, 1990; Spry, Wiener, 1991). Под действием кислотных осад-
ков А1 из почвы и горных пород, подстилающих пресные водоемы,
активно перемещается в воду (Campbell, Stokes, 1985). При низких
132
уровнях pH в воде доминирует А13 + , при более высоких — его
гидроксид. Токсичность первого мономера существенно выше, чем
второго, наименьшим повреждающим эффектом обладают комплек-
сы А1 с органическим веществом, содержащимся в естественных
ацидных водоемах (см.: Spry, Wiener, 1991).
Токсические свойства алюминия зависят не только от уровня pH
воды, но и от содержания в ней кальция (Henriksen et al., 1984; Wood
et al., 1990). В связи с этим действие закисления на пресноводные
экосистемы в настоящее время рассматривается как результирующая
трех основных факторов среды: высокой концентрации Н+, низкого
содержания Са2 + и токсической концентрации ионизированной фор-
мы Al3+ (Cleveland et al., 1986; Spry, Wiener, 1991).
Алюминий, усиливающий повреждающий эффект закисления
среды, обладает высокой токсичностью для пресноводных рыб; основ-
ным органом-«мишенью» для него служат жабры (Karlsson-Norrgren
et al., 1986а, 1986b; Youson, Neville, 1987; Evans et al., 1988; Mueller
et al., 1991; Матей, Комов, 1992). Он не только накапливается в этом
органе, но и нарушает его основные функции (см.: Playle et al., 1989;
Spry, Wiener, 1991; Witters et al., 1992, и др.). Токсические свойства
этого металла на фоне закисления среды до сублетальных значений
pH (5.0—5.5) многократно увеличиваются. Механизм токсического
действия А13+ такой же, как и у Н+ (McDonald, 1983; Pagenkopf,
1983). Он состоит в выбивании Са2+ из плотных межклеточных кон-
тактов и межклеточного цемента в жаберном эпителии рыб (Wood,
McDonald, 1987; Wood et al., 1988; Playle et al., 1989; Reid et al.,
1991).
Комплексное влияние закисления и высоких концентраций А1 на
физиологические функции жабр может быть описано с помощью мо-
дели, предложенной Вудом и МакДональдом (Wood, McDonald,
1987). В результате конкуренции между Н+ и А13+ за места связы-
вания в Са-сайтах на поверхности плазмалемм изолирующие свой-
ства плотных контактов утрачиваются. Одновременно угнетаются и
процессы поглощения ионов, прежде всего Na, жабрами рыб. В экс-
тремально закисленной среде с высоким содержанием алюминия про-
исходит потеря электролитов не только из плазмы крови (Playle et
al., 1989; Lacroix et al., 1990; Матей, Комов, 1992), но и из мышечной
ткани (Neville, 1985). Ионный дисбаланс приводит к ацидозу и ги-
поксии. В толерантном диапазоне действия указанных факторов сре-
ды нарушения процессов ионного обмена в жабрах рыб не столь фа-
тальны и могут частично компенсироваться путем использования эн-
догенного Са2+ и при внесении его соединений в среду.
В то же время в ряде работ (Muniz, Leivestad, 1980; Neville, 1985;
Playle et al., 1989) указывается на то, что А13+ и Н+ могут выступать
и в роли антагонистов. При очень низких значениях pH воды (< 4.0),
когда А1 представлен в основном ионизированной формой, он может
имитировать эффект Са2 + , снижая проницаемость жаберных мемб-
ран и стабилизируя их структуру. В этом случае потери электролитов
и соответственно ионный дисбаланс у рыб значительно ниже, чем
133
при умеренной (pH 5.0—6.0) ацидификации воды, когда А1 присут-
ствует в воде в виде слаборастворимого гидроксида (см.: Playle et al.,
1989). Протекторные свойства Al в закисленной среде могут варьи-
ровать в зависимости от вида или быть связанными со стадией раз-
вития рыб.
Парадоксальный эффект А13\ когда более высокие концентрации
его в закисленной среде обладают меньшими повреждающими свой-
ствами, кратковременный, и в конечном итоге рыбы в этой ситуации
погибают в результате обессоливания и ацидоза крови (Henriksen et
al., 1984; Hutchinson, Spraque, 1987).
Нарушение процессов обмена ионов и дыхательных газов в сла-
боминерализованной ацидной среде с высоким содержанием А1 свя-
зано с изменением морфологии жаберного аппарата рыб (Chevalier
et al., 1985; Karlsson-Norrgren et al., 1986a, 1986b; McCahon et al.,
1987; Youson, Neville, 1987; Evans et al., 1988; Матей, 1990a; Lacroix
el al., 1990; Mueller et al., 1991; Матей, Комов, 1992; Виноградов и
др., 1994).
Установлено, что А1 в диапазоне концентраций 0.1—0.5 мг/л усу-
губляет эффект умеренного закисления (pH 5.0—5.5) слабоминера-
лизованной воды на жабры пресноводных рыб. При длительном (бо-
лее 7 сут) воздействии серьезные нарушения прослеживаются на всех
уровнях их организации. Для общей структуры жабр характерны
чрезвычайная гипертрофия филаментов и респираторных ламелл и
слияние последних вплоть до полной редукции, превращающее
жаберные лепестки в огромные колбообразные образования (рис. 91,
с/, см. вкл.). Эти преобразования, резко сокращающие диффузион-
ную поверхность органа, могут вызвать тяжелые формы гипо-
ксии (Hughes, 1984; Mueller et al., 1991). Отмеченные многими ис-
следователями у лососевых рыб и пимефалеса, эти изменения не бы-
ли выявлены нами у окуня, у которого гипертрофия ламелл при-
водила лишь к сокращению расстояния между ними (рис. 91, б).
Определяющим фактором гипертрофии жаберных лепестков яв-
ляется увеличение высоты жаберного эпителия (Karlsson-Norrgren et
al., 1986а, 1986b; Evans et al., 1988; Tietge et al., 1988; Mueller et al.,
1991; Матей, Комов, 1992). Как и в ацидной мягкой воде, оно обус-
ловлено изменениями тканевого (гипертрофия и гиперплазия кле-
ток) и нетканевого (расширение лимфоидных пространств и межкле-
точных щелей) компонентов.
Гипертрофии подвержены все типы клеток, формирующих жабер-
ный эпителий, в особенности респираторные. Следствием ее являют-
ся редукция микрогребней респираторных клеток и выпуклость по-
верхности хлоридных (рис. 91, б). Гипертрофия эпителиальных кле-
ток развивается из-за нарушения регуляции объема жидкостей в ор-
ганизме рыб (Playle et al., 1989).
Для всех видов рыб, подвергнутых действию А13 + в закисленной
мягкой воде, установлена гиперплазия слизистых клеток (Chevalier
et al., 1985; Karlsson-Norrgren et al., 1986a; Evans et al., 1988; Lacroix
et al., 1990; Mueller et al., 1991; Матей, Комов, 1992). Этот эффект
связывается с первоначальным повышением уровня пролактина в
134
крови исследованных рыб (Wendelaar Bonga et al., 1990b). Многочис-
ленные слизистые клетки выявляются не только в афферентной, но
и в эфферентной зоне эпителия филамента (рис. 91, в). Гипертрофия
слизистых клеток — одна из первых защитных реакций жабр на ком-
плексное повреждающее воздействие. Предполагается, что при дли-
тельном действии А1 слизь смягчает его цитотоксический эффект,
связывая ионизированную форму металла с сиаловой кислотой
(McDonald et al., 1991b; Mueller et al., 1991). Кроме того, она кон-
центрирует Са2+ на границе раздела сред, способствуя поддержанию
конформационных свойств плазмалемм.
Гиперплазия хлоридных клеток является неотъемлемой частью
реакции жаберного эпителия рыб на данное воздействие. Она стиму-
лируется увеличением уровня кортизола в плазме крови (Goss,
Wood, 1988; Brown et al., 1990). Хлоридные клетки выявляются нс
только в эпителии филамента, но и на поверхности респираторных
ламелл (Karlsson-Norrgren et al., 1986а, 1986b; Evans et al., 1988;
Mueller et al., 1991; Матей, Комов, 1992). В последних они не столь
многочисленны, как в закисленной мягкой воде без А1, и распреде-
ляются в основном в базальных и медиальных участках (Матей, Ко-
мов, 1992).
Расширение межклеточных щелей и лимфоидных пространств у
рыб из закисленной слабоминерализованной воды в присутствии А13 +
явно прогрессирует. В экстремальных ситуациях это приводит к
расслоению жаберного эпителия. По нашим данным, полученным
на молоди семги и окуня, подвергнутых действию сублетальных
значений pH (5.5) и А1 (0.25 мг/л) на фоне низкой минерализации
среды, в зоне неспециализированных соединений межклеточные
щели увеличиваются в 3—5 раз, оставаясь неизменными только в
области ВАУ (рис. 92, а, см. вкл.). Отторжению клеток препятствуют
сложные апикальные соединительные комплексы. Они практически
не отличаются от «терминальных замков» у рыб из закисленной
мягкой воды (см. гл. 5.3.3) и содержат большое количество хорошо
развитых десмосом, связанных с элементами цитоскелета клетки
(рис. 92, б). В результате смежные клетки эпителия филамента
скреплены таким образом, что межклеточные щели в зоне специа-
лизированных соединений не превышают обычных размеров. «Тер-
минальные замки» не только препятствуют разрушению жаберного
эпителия, но могут способствовать ограничению утечки ионов из
эпителия жабр.
Степень гипертрофии жаберного эпителия, определяющая вели-
чину диффузионного расстояния между кровью и водой, прямо за-
висит от концентраций Н+ и А13 + в воде и уровня ее минерализации.
Этот показатель видоспецифичен: при одинаковых характеристиках
состава среды эпителий жабр тоньше у окуневых, чем у лососевых
рыб (Матей, Комов, 1992; Виноградов и др., 1994). При низких кон-
центрациях А1 ( <0.1 мг/л) отрицательное влияние гипертрофии жа-
берного эпителия на газообмен может быть частично компенсировано
за счет усиления кровенаполнения органа, стимулируемого катехо-
ламинами, и изменения гематологических характеристик (Hontela et
135
al., 1989; Playle et al., 1989; Lacroix et al., 1990). Утолщенный эпи-
телий смягчает прямой повреждающий эффект А13 + и Н+ на интер-
стициальную ткань.
При действии высоких концентраций А1 (> 0.1 мг/л), вызываю-
щих деформацию жаберных лепестков, увеличивается вероятность
развития патологических процессов в органе. В этом случае сокра-
щение общей диффузионной поверхности жабр, экстремальное утол-
щение жаберного эпителия могут быть причиной острого респиратор-
ного стресса и сопряженного с ним кислотно-щелочного и ионного
дисбаланса (Playle et al., 1989; Walker et al., 1991; Witters et al.,
1992).
Специфические изменения, связанные с действием А13 + , обнару-
живаются на клеточном уровне, причем наиболее значимые из них
выявляются в хлоридных клетках (Karlsson-Norrgren et al., 1986а,
1986b; Youson, Neville, 1987; Jagoe, 1988; Матей, Комов, 1992). У
лососевых лишь небольшая часть хлоридных клеток объединена в
комплексы. Среди одиночных хлоридных клеток выделяются светлые
и темные формы. Последние, расположенные у основания респира-
торных ламелл, представляют собой типичные cz-хлоридные клетки,
а не являются результатом прямого цитотоксического действия А13 +
(Tietge et al., 1988). Их цитоплазма помимо митохондрий и чрезвы-
чайно развитой системы тубулярного ретикулума содержит окайм-
ленные везикулы (рис. 92, в).
Ультраструктура хлоридных клеток из промежуточных слоев
эпителия филамента принципиально не отличается от таковой у рыб
из закисленной мягкой воды. Они содержат множество митохондрий,
развитый ретикулум и многочисленные комплексы Гольджи (рис. 93,
а, см. вкл.).
Большинство хлоридных клеток на поверхности эпителия жабр
представлено круглыми шаровидными формами. В области хорошо
развитого гликокаликса и в полости апикальной ямки этих клеток
обнаруживаются мелкие электронно-плотные гранулы (рис. 93, б).
Электронно-плотное вещество, осмирующееся более интенсивно, чем
обычное содержимое элементов ТВС, выявляется и в многочис-
ленных микропузырьках и тубулах ретикулума; в пределах кра-
евых участков ТВС формируются крупные вакуоли (диаметром до
3 мкм) с электронно-плотным материалом в виде гранул или
глыбок (рис. 93, в). Одновременно в цитоплазме хлоридных клеток
обнаруживаются лизосомоподобные структуры диаметром 5—7 мкм
(рис. 93, г). Вакуоли и структуры, идентифицируемые как лизосомы,
смещают набухшие органоиды и ретикулум на периферию клетки, и
сами занимают основной ее объем (рис. 93, д). Электронно-плотный
материал в области гликокаликса и мелкие включения присутствуют
и в респираторных клетках.
С помощью рентгеноструктурного анализа установлено, что все
электронно-плотные частицы, от самых мелких гранул на поверхно-
сти клеток до содержимого огромных лизосомоподобных структур,
представляют собой скопления алюминия (Karlsson-Norrgren et al.,
1986b; Youson, Neville, 1987; Jagoe, 1988).
136
Механизм поступления алюминия и его комплексов в жабры рыб,
как и в любой другой орган, в котором он накапливается, вероятно,
следующий. Алюминий первоначально скапливается в полианионной
слизи и на нитях гликокаликса, обладающих отрицательным заря-
дом. Здесь, на границе раздела сред, происходит частичная нейтра-
лизация металла. Но и после этого А13^ может попадать в клетку
путем пиноцитоза или фагоцитоза (Youson, Neville, 1987). Это кос-
венно подтверждается большей интенсивностью его накопления в
хлоридных клетках с развитой тубуло-везикулярной системой. По-
глощение А13+ может быть «ошибкой» клетки, которая не в состоянии
отличить его от макромолекулы, попадающей в эпителий путем эн-
доцитоза. За счет включения А13+ в состав гранул и лизосомоподоб-
ных структур происходит смягчение его цитотоксического эффекта,
а жабры становятся своеобразным ситом, снижающим или предотв-
ращающим попадание этого металла в организм рыб.
При переполнении лизосом алюминием их мембрана может
разрушаться, а поступающие при этом в клетки энзимы вызывают
их дегенерацию и отторжение от поверхности эпителия (Youson, Ne-
ville, 1987). Возможно, это одна из причин сокращения общего числа
хлоридных клеток в эпителии респираторных ламелл.
Нарушение ультраструктуры хлоридных клеток, преципитация в
них металлов, разрушение части ионоцитов могут быть одной из при-
чин ингибирования сорбции солей (Playle et al., 1989; Lacroix et al.,
1990).
Гранулы алюминия скапливаются и на поверхности респиратор-
ных клеток. По-видимому, реакцией на это является «кашель» рыб,
с помощью которого они пытаются избавиться от скопления чуже-
родных частиц (Neville, 1985). Нехватка кислорода вызывает гипер-
вентиляцию, приводящую к значительному напряжению дыхатель-
ных процессов.
У исследованного нами окуня эпителиальные клетки не содержат
электронно-плотных включений, идентифицируемых как преципи-
тат металлов (Виноградов и др., 1994). Возможно, это объясняется
повышенной устойчивостью этого вида рыб к кислотам и сопряжен-
ному с ними загрязнению среды солями металлов или вызвано недо-
статочно высокой концентрацией в воде Н+ и А13 +
6.1.2. Бериллий
Исследования действия бериллия на пресноводные биоценозы
только начинаются. До недавнего времени считалось, что этот ме-
талл, насыщающий бурые угли и содержащийся в отработанных во-
дах атомных реакторов, не относится к числу заслуживающих вни-
мания загрязнителей, так как обладает слабой растворимостью в во-
де, а его содержание в подстилающих породах невелико (см.: Jagoe
et al., 1993). Однако это справедливо лишь для нейтральных пресных
водоемов, так как в природных ацидных реках и озерах в угледобы-
вающих регионах Восточной Европы бериллий обнаруживается в ши-
137
роком диапазоне концентраций, включая остротоксичные для пре-
сноводной фауны (Vesely et al., 1989).
Повышение содержания в закисленных пресных водах Be, как и
А1, по-видимому, связано с мобилизацией его кислотными осадками
(Vesely et al., 1989). Так же как алюминий, бериллий представлен
pH-зависимыми мономерами — Ве2+ и ВеОН+ При низких значени-
ях pH воды преобладает ионизированная форма металла, в менее за-
кисленной среде свыше 50 % от общего содержания Be составляет
его гидроксид.
О повреждающем действии на рыб бериллия в отличие от алюми-
ния известно немного. Экспериментально показано, что в жесткой
воде при нейтральных значениях pH для рыб токсичны только высо-
кие концентрации этого металла (Slonim, 1973). Отрицательный эф-
фект Be, как и А1, усиливается при снижении содержания Са в воде
(Slonim, Slonim, 1973) и ее закислении (Jagoe et al., 1993). В этом
случае повреждающий эффект Be на рыб обнаруживается в концен-
трациях, которые на порядок ниже, чем Al3+ (Jagoe et al., 1993). Be,
как и Al, обладает парадоксальным свойством: для некоторых рыб
(окунь европейский) наименьшей токсичностью при остром закисле-
нии слабоминерализованной среды характеризуются низкие и высо-
кие, а максимальной — умеренные концентрации этого металла
(Jagoe et al., 1993). Это позволяет предположить сходство механиз-
мов действия этих близких по своим химическим свойствам трасси-
рующих металлов на рыб.
Бериллий, как и алюминий, обладает сильным повреждающим
действием на жабры рыб из ацидной слабоминерализованной воды.
Впервые это было показано нами в совместной работе с американ-
скими коллегами Т. Хайнсом и Ч. Джаго на жабрах молоди плотвы,
европейского окуня и американского окуня (Jagoe et al., 1993).
Результаты острых 96-часовых экспериментов, проведенных на
плотве и европейском окуне, помещенных в слабоминерализованные
закисленные (pH 4.5—5.5) среды с концентрациями Be от 10 до
150 мкг/л, показали следующее. Комплексный эффект низких зна-
чений pH и минерализации воды на жабры обоих видов исследован-
ных рыб заключался в некоторой редукции микрогребней на поверх-
ности респираторных клеток (pH 5.5), гиперплазии хлоридных кле-
ток в пределах эпителия филамента и усилении секреции слизи (pH
4.5) (рис. 94, а, см. вкл.).
В закисленной до значений pH 5.5 воде изменения ультраструк-
туры жабр окуня происходят уже в минимальной из использованных
концентраций Be — 10 мкг/л. В этом случае гиперплазия хлоридных
клеток с хорошо выраженными апикальными ямками, редукция мик-
рогребней респираторных клеток и отложение слизи на поверхности
жабр выражены в гораздо большей степени, чем в ацидной мягкой
поде (рис. 94, б). Действие на жабры рыб более высоких концентра-
ций Be вызывает прогрессирующую гиперплазию жаберного эпите-
лия. В среде с концентрацией Be 25 и 50 мкг/л происходят утол-
щение, укорочение и слияние респираторных ламелл, сопровождае-
мые значительной редукцией микрорельефа эпителиальных клеток
1 зх
(рис. 94, в). При действии на окуней Be в концентрации 100 мкг/л
сливаются не только респираторные ламеллы, но и филаменты жабр,
л жаберные пластинки полностью утрачивают обычную перистую
структуру (рис. 94, г) и покрываются толстой пленкой слизи. Хло-
ридные клетки на поверхности жаберного эпителия практически не
выявляются. Такие изменения обычно коррелируют с подавлением
ионообменной и респираторной функций жабр.
Несмотря на то что наибольший процент гибели молоди окуня
вызывает действие Be в воде, закисленной до уровня pH 4.5 (Jagoe
et al., 1993), жаберные аномалии у этих рыб выражены в меньшей
степени, чем в той же среде с pH 5.5. В растворе Be с концентрацией
50 мкг/л и pH 4.5 филаменты жабр гипертрофируются, однако меж-
ламеллярные пространства выражены хорошо и ламеллы сохраняют
свою обычную форму (рис. 95, а, см. вкл.). Плотная пленка слизи
частично маскирует поверхность жабр. При концентрации Be 100—
150 мкг/л респираторные клетки набухают и плотность микрогреб-
ней на их поверхности резко сокращается, а в некоторых участках
они практически отсутствуют (рис. 95, б). Хлоридные клетки еди-
ничны, жабры покрыты слизью. Респираторные ламеллы, особенно
на вершинах лепестков, часто слипаются между собой (рис. 95, в).
Однако деформация жаберных лепестков в случае закисления среды
до уровня pH 4.5 значительно менее выражена, чем при действии тех
же концентраций Be в среде с pH 5.5.
Плотва оказалась более устойчивой к действию Be в закисленной
мягкой воде, чем окунь (Jagoe et al., 1993). Нарушения макро- и
микроструктуры жабр, включающие гипертрофию и ослизнение
жаберных лепестков, редукцию поверхностных рельефов клеток,
при закислении воды до значений pH 5.5 у нее происходили лишь
тогда, когда концентрация Be достигала 50 мкг/л. Аномалии в
строении жабр нарастали по мере повышения содержания металла
в среде. При концентрации Be 100—150 мкг/л гипертрофия ре-
спираторных ламелл достигает максимума, но в отличие от анало-
гичных структур у окуня они не сливаются между собой (рис. 96, а,
см. вкл.).
У плотвы в отличие от окуня снижение уровня pH воды до 4.5
усиливает отрицательное действие Be на структуру жабр. Be в кон-
центрациях 50 мкг/л и выше вызывает глубокие нарушения их об-
щей организации. Можно наблюдать все стадии искажения форм жа-
берных лепестков: от набухания (50 мкг/л) до слияния респиратор-
ных ламелл (100 мкг/л) и преобразования лепестков в утолщенные
палицеобразные структуры (150 мкг/л) (рис. 96, б, в). Жабры оку-
тываются слоем слизи, которая наряду с уменьшением их общей
Диффузионной поверхности ингибирует газообмен, а редукция чис-
ла хлоридных клеток подавляет ионтранспортирующие функции ор-
гана .
В хронических (30 сут) экспериментах, проведенных на амери-
канском окуне, содержащемся в слабоминерализованной воде, закис-
ленной до уровней pH 4.5 и 5.5, с добавлением Be (6.25—50 мкг/л),
Установлено, что степень изменения жаберного аппарата находится
139
в прямой зависимости от концентрации Н + , Be и времени комплекс-
ного токсического воздействия.
30-суточная экспозиция американского окуня даже в самой
низкой концентрации Be (6.25 мкг/л) вызывает у рыб развитие
жаберных аномалий. В умеренно закисленной среде (pH 5.5) ре-
спираторные ламеллы рыб становятся набухшими и складчатыми
(рис. 97, а, см. вкл.). На вершинах жаберных лепестков они утол-
щены, значительно укорочены, а в некоторых случаях и редуциро-
ваны (рис. 97, б). При снижении уровня pH среды до 4.5 эти изме-
нения прогрессируют, охватывая все большее число жаберных ле-
пестков.
В обоих вариантах эксперимента (Be — 6.25 мкг/л, pH 4.5 и 5.5)
отмечаются гиперплазия и чрезвычайно высокая активность слизи-
стых клеток, увеличивается число палочковых клеток (рис. 98, а, б,
см. вкл.). В результате этого на поверхность жабр выводятся обшир-
ные глобулы секрета (рис. 97, в, г). В эпителии филаментов, и осо-
бенно при значениях pH 4.5, отмечаются гиперплазия и гипертрофия
хлоридных клеток. В эпителии филаментов они представлены а- и
^-формами и образуют хлоридные комплексы. Хлоридные а-клетки
выявляются и в респираторных ламеллах (рис. 98, в),
В cz-хлоридных клетках митохондрии немногочисленные, набух-
шие и локализуются преимущественно в перинуклеарной зоне ци-
топлазмы (рис. 98, в). В/J-хлоридных клетках выявляются крупные
вакуоли, содержащие осмирующийся аморфный материал (рис. 98,
г). Такие же изменения характеризуют ультраструктуру жабр рыб
при повышении концентрации Be до 12.5 мкг/л.
При одинаковом содержании Be (25 мкг/л) в среде с pH 5.5
респираторные ламеллы утолщаются и в дистальных участках фи-
ламентов сливаются между собой (рис. 97, 3), а при pH 4.5 вер-
шины жаберных лепестков превращаются в колбообразные вздутия
(рис. 97, е). В эпителии филамента прогрессирует пролиферация
хлоридных клеток. Через 15 сут с начала воздействия они не только
насыщают эпителий филамента, но почти полностью замещают ре-
спираторные клетки на поверхности ламелл (рис. 99, а, см. вкл.). В
этих чрезвычайно гипертрофированных клетках митохондрии рас-
ширены, тубулярный ретикулум и ГЭР смещены в апикальную зону,
а цитоплазма содержит не только обширные вакуоли с аморфным
материалом, но и лизосомоподобные структуры с интенсивно осми-
рующимся содержимым (рис. 99, б, в). В эпителии филаментов жабр,
особенно в дистальных участках, отмечено большое число слизистых
клеток (рис. 99, г).
При повышении концентрации Be до 50 мкг/л количество хло-
ридных клеток остается высоким, но ультраструктурные аномалии в
них нарастают за счет накопления электронно-плотных включений
и увеличения количества лизосомоподобных структур, независимо от
уровня закисления среды. Через 15 сут в более закисленной среде
(pH 4.5) они выявляются и в респираторных клетках (рис. 99, д).
Свободными от электронно-плотных глыбок и гранул остаются толь-
ко слизистые клетки, по-прежнему многочисленные в эпителии фи-
140
дамента. В Эпителии жабр отмечается необычно большое количество
дегенерирующих клеток.
Гипертрофия и гиперплазия основных типов клеток жаберного
эпителия обусловливают набухание, укорочение и слияние не только
ламелл (pH ^.5), но в отдельных случаях и филаментов жабр
(pH 4.5), вызывая глубокую деформацию жаберных лепестков
(рис. 97, е).
Нам впервые удалось обнаружить разнокачественность реакций
на токсическое воздействие различных жаберных дуг. Оказалось, что
наибольшей реактивностью отличаются 1-я и 4-я жаберные дуги.
В закисленной среде без добавления Be их структура практически
не отличалась от таковой у контрольных рыб. Жаберные лепестки
медиального ряда на этих дугах были короче, чем в латеральном
ряду, но имели обычное строение (рис. 100, а, б, см. вкл.). В при-
сутствии Be форма жаберных филаментов медиального ряда на
указанных дугах искажалась, аномалии развития приводили к уко-
рочению и деформации жаберных лепестков (рис. 100, в). В из-
вестной нам литературе подобные сведения отсутствуют. По-видимо-
му, у молоди американского окуня, как и у других видов рыб
(Morgan, 1974), лепестки медиального ряда 1-й и 4-й жаберных дуг
представляют собой наиболее молодые развивающиеся структуры.
Возможно, они обладают повышенной чувствительностью к за-
грязнению среды и могут рассматриваться как индикаторы для оцен-
ки качества воды при загрязнении ее металлами, в частности берил-
лием.
Из полученных нами данных следует, что плотва более резистен-
тна к использованному комплексному воздействию, чем окуневые
рыбы. Мы хотели бы, однако, воздержаться от окончательных выво-
дов о межвидовых различиях, так как в наших экспериментах суще-
ствовала разница в возрасте и размере исследованных рыб. Молодь
европейского окуня была мельче, чем молодь плотвы; рыбы этих обо-
их видов были моложе американского окуня (Jagoe et al., 1993). Из-
вестно, что мальки на ранних стадиях онтогенеза особенно чувстви-
тельны к низким значениям pH и загрязнению воды металлами, но
по мере роста их устойчивость к действию токсических веществ воз-
растает (Peterson et al., 1982). Таким образом, вопрос о том, опре-
деляются ли различия в устойчивости рыб к действию бериллия так-
сономической принадлежностью рыб или возрастом и уровнем их
развития, остается пока открытым. Ответить на него можно, проде-
лав эксперименты на взрослых рыбах, относящихся к различным си-
стематическим группам.
Заключая этот раздел, мы должны отметить принципиальное
сходство реакций жаберного аппарата рыб на действие Be и А1, хотя
последний обладает сильным повреждающим эффектом. Гипертро-
фия и гиперплазия жаберных лепестков, специфические изменения
ультраструктуры клеток, накапливающих преципитаты металлов,
характерны для морфологических изменений органа при обоих видах
воздействий. В настоящее время установлено, что алюминий отри-
цательно влияет на основные функции жабр: ионную регуляцию и
141
газообмен. Учитывая подобие нарушений макро- и микроструктуры
жабр при действии А1 и Be, можно предположить, что фследний об-
ладает таким же физиологическим эффектом. )
6.2. Действие тяжелых металлов
Соли тяжелых металлов (heavy metals) составляют значительный
процент отходов многих промышленных производств. Соединения
ртути, свинца, кадмия, меди, цинка, обладающие высокой токсич-
ностью, вызывают сокращение биологического разнообразия и чис-
ленности рыб в пресных водоемах. Повреждающий эффект тяжелых
металлов, так же как и трассирующих, усиливается при закислении
водоемов, особенно если буферная емкость воды в них невелика (см.:
Wiener, 1987; Никаноров, Жулидов, 1991; Spry, Wiener, 1991). Это
создает реальную угрозу для существования популяций рыб в реках
и озерах США (Haines, Baker, 1986), Канады (Kelso et al., 1986),
Скандинавии (Henriksen et al., 1984; Muniz, 1984) и северных и се-
веро-западных регионов России (Haines et al., 1992).
Химические свойства тяжелых металлов, характер их распреде-
ления и накопления в теле рыб и механизмы действия изучаются в
последние 10—15 лет особенно интенсивно. Результаты этих иссле-
дований суммированы в нескольких крупных обзорных работах
(Norton, 1986; Wiener, 1987; Spry et al., 1988; Norton et al., 1990;
Никаноров, Жулидов, 1991; Spry, Wiener, 1991).
Установлено, что тяжелые металлы — медь, ртуть, цинк, кадмий,
свинец и др. вызывают ряд отклонений от физиологической нормы
рыб: замедление темпов роста, анемию, низкую минерализацию ко-
стной ткани, нарушение процессов ионной и осмотической регуляции
и газообмена. Многие из этих функций прямо или косвенно связаны
с состоянием жабр, которые служат одним из основных органов-на-
копителей металлов. Снижение в жидкостях организма концентра-
ции основных ионов связано с подавлением их поглощения из внеш-
ней среды и с увеличением их пассивной диффузии из эпителия
жабр. Предполагается, что механизм нарушений функций жабр при
действии тяжелых, как и трассирующих,металлов связан с конку-
рентными взаимоотношениями между ионами тяжелых металлов и
Са2+ Эта конкуренция усиливается при низких значениях pH воды,
поскольку в нее включается и Н + , оттитровывающий Са2+ из плаз-
малемм. Именно этим объясняется увеличение токсичности тяжелых
металлов при ацидификации воды.
Поскольку тяжелые металлы вызывают неспецифические изме-
нения морфофункциональных характеристик жабр, рассмотрим их
эффект на примере действия кадмия. Он относится к числу широко
распространенных загрязнителей пресных водоемов и обладает вы-
сокой токсичностью для рыб.
Как и многие другие металлы, кадмий поступает в организм рыб
преимущественно через жабры и аккумулируется в них (см.: Spry,
Wiener, 1991). В остротоксических концентрациях Cd вызывает ион-
ный дисбаланс в организме рыб (см.: Gill et al., 1988). При этом на-
142
пущается невольно Na-, но и Са-обмены. Содержание Са2+ в крови
может резкск снижаться, вызывая мышечный тетанус и глубокие
респираторный нарушения (Fu et al., 1990). Состояние жаберного
аппарата характеризуется гипертрофией, слиянием и колбообраз-
ными вздутиями жаберных лепестков, гиперемией и кровяными
стазами, некрозами, отеками и расслоением жаберного эпителия
(Gardner, Yevicn, 1970; Oronsaye, Brafield, 1984; Karlsson-Norrgren
et al., 1985). Изменения общей структуры жабр рыб под действием
субтоксических концентраций Cd выражены в значительно меньшей
степени, но имеют одинаковую направленность (Матей, 1993; Матей
и др., 1993). Эти данные получены нами при длительном (2 мес) дей-
ствии Cd2+ в концентрации 5 мг/л на тиляпий (Oreochromis mossam-
bicus), содержащихся в жесткой (40 мг/л Са) нейтральной (pH 7.8)
воде.
Через 0.5 мес пребывания тиляпий в токсической среде дисталь-
ные участки жаберных филаментов набухают, респираторные ламел-
лы в них укорачиваются и сливаются между собой, в результате чего
жаберные лепестки приобретают палицеобразную форму (рис. 101,
а, см. вкл.). В средней части лепестков респираторные ламеллы скру-
чиваются и расстояние между ними значительно сокращается
(рис. 101, б; 102, а, см. вкл.). Такие изменения могут не только
уменьшать общую диффузионную поверхность жабр, но и и менять
гидродинамику потоков воды, несущих органу кислород. Ситуация
усугубляется нарушением циркуляции крови, провоцирующим гипе-
ремию и застой крови в дистальных участках кровеносной системы
жабр. Это приводит к значительному расширению кровеносного рус-
ла и, по-видимому, способствует деформированию жаберных лепест-
ков. Определенный вклад в набухание жаберных лепестков вносит
увеличение высоты жаберного эпителия (рис. 103). Поскольку через
По оси абсцисс — продолжительность эксперимента, мес; по оси ординат — высо-
та эпителия, мкм; вертикальные отрезки — 95%-ные доверительные интервалы средних
значений. / — эпителий филамента, 2 — респираторный эпителий.
143
Рис. 104. Динамика количества клеток жаберного эпителия тиляпии при длительном
действии Cd2* (5 мг/л).
По оси абсцисс — продолжительность эксперимента, мес; по оси ординат — количе-
ство клеток; вертикальные отрезки — 95%-ные доверительные интервалы. / — хло-
ридные клетки; 2 — респираторные клетки эпителия филамента; 3 — респираторные
клетки ламеллярного эпителия; 4 — слизистые клетки.
0.5 мес действия Cd эпителиальные клетки сохраняют обычный объ-
ем и число их по сравнению с контролем не изменяется (рис. 104),
гипертрофия эпителия обусловлена отслоением эпителиальной ткани
от базальной пластинки (рис. 102, а).
Изменения общей структуры жабр тиляпий прогрессируют, и че-
рез 1.5—2 мес действия Cd зона слияния респираторных ламелл в
дистальной части лепестков составляет 1/4 от общей длины фила-
мента (рис. 101, в). Ламеллярный эпителий чрезвычайно гипертро-
фирован (рис. 103), обширные полости на границе с капиллярами за-
полнены серозной жидкостью, одиночные дегенерирующие клетки с
пикнотическими ядрами располагаются по периферии эпителия
(рис. 102, б, г). Расширенные капилляры переполнены эритроцита-
ми, которые из-за изменения функциональных характеристик сли-
паются, образуя «столбики» (рис. 102, в, г).
Изменения организации эпителия филаментов жабр включают
образование локальных очагов некроза и инфильтрацию лейкоцита-
ми, отслоение эпителия от базальной пластинки и расширение лим-
фоидных пространств, гипертрофию клеток (рис. 102, б). За счет это-
го высота эпителия филамента по-прежнему превышает контрольное
значение (рис. 103).
В период 1—2 мес действия на рыб кадмия поверхность жабр
покрывается пленкой слизи. Благодаря способности связывать
ионизированные формы металлов она может предохранять клетки
144
жаберного эпителия от прямого действия Cd2+ Ингибирование ско-
рости диффузии газов из-за обильного отделения слизи — обо-
ротная сторона этой реакции, несомненно носящей адаптивный
характер. \
Нарушения структуры жабр при действии на рыб Cd развиваются
не только на органном и тканевом, но и на клеточном уровне. Среди
элементов жаберного эпителия наибольшей реактивностью, как и
при других видах воздействий, характеризуются хлоридные клетки.
В токсической среде их число в эпителии филамента постепенно сни-
жается и уже через 1 мес составляет лишь 50 % от исходного уровня
(рис. 104). Количество дегенерирующих хлоридных клеток с набух-
шими митохондриями, плотно упакованными и чрезвычайно расши-
ренными тубулами ретикулярной системы и пикнотическими или со-
держащими сильно конденсированный хроматин ядрами (рис. 105, а,
см. вкл.) составляет 12 % от исходного уровня через 15 сут нахож-
дения рыб в среде, содержащей кадмий, и 20 % — через 2 мес.
Нарушения ультраструктуры основной массы хлоридных клеток
однотипны и в пределах 2 мес не зависят от продолжительности воз-
действия кадмия на рыб. Наименьшей резистентностью к действию
Cd обладают митохондрии. Их общее содержание в клетках снижа-
ется, они локализуются преимущественно в надъядерной зоне цито-
плазмы, часть из них набухает и деградирует, образуя постмитохон-
дриальные вакуоли и ламеллярные тельца (рис. 105, в).
Действие на рыб кадмия вызывает изменения конфигурации апи-
кальных ямок хлоридных клеток. В токсической среде их глубина
постепенно уменьшается, микровилл и расширяются, часть из них
сливается между собой (рис. 105, в). Через 1.5—2.0 мес, когда хло-
ридные клетки гипертрофированы, апикальная плазмалемма почти
полностью утрачивает складчатость и на плоской или выпуклой по-
верхности клетки остаются лишь единичные очень короткие и ши-
рокие микровилли.
Специфические изменения в ультраструктуре хлоридных клеток
связаны с проникновением в них частиц металла. Как и в среде, со-
держащей трассирующие металлы, важные процессы происходят в
зоне цитоплазмы, непосредственно прилежащей к апикальной плаз-
малемме. После 15 сут экспозиции рыб в среде, содержащей кадмий,
как и при действии алюминия и бериллия, компоненты тубуло-ве-
зикулярной системы заполнены интенсивно осмирующимся матрик-
сом, а в цитоплазме идет накопление лизосомоподобных структур
(рис. 105, г—е). Мы идентифицируем их как первичные и вторичные
лизосомы и аутофагосомы. Первичные лизосомы, диаметр которых
не превышает 65 нм, расположены в основном в области хорошо раз-
витых комплексов Гольджи и каналов ГЭР. Вторичные лизосомы
(0.5—2.2 мкм) не имеют четко выраженной локализации в клетках
(рис. 105, д).
По мере длительности токсического воздействия в хлоридных
клетках повышается количество крупных (до 4 мкм) аутофагосом, в
которых отчетливо выявляются электронно-плотные включения и
клеточные органоиды на разных стадиях деградаций (рис. 105, ё).
Ю В. Е. Матей
145
Кадмий оказывает повреждающий эффект и на респираторные
клетки. В ламеллярном эпителии их количество через 2 мес токси-
ческого воздействия достоверно уменьшается (рис. 104). В эпителии
филамента оно варьирует незначительно, но около 8 /% клеток пред-
ставлено дегенерирующими формами. Как и в хлоридных, в респи-
раторных клетках активизируется лизосомный аппарат. В них хоро-
шо развиты комплексы Гольджи, от которых отпочковываются пер-
вичные лизосомы, вторичные лизосомы полиморфны и гетерогенны
(рис. 106, а, в, см. вкл.). Аутофагосомы здесь встречаются значи-
тельно реже, чем в хлоридных клетках, но сходны с таковыми по
структуре и размерам (рис. 106, в). В респираторных клетках в от-
личие от хлоридных не изменяется ультраструктура митохондрий.
Значительным полиморфизмом характеризуются ядра клеток, по-
верхность которых увеличена за счет глубоких инвагинаций ядерной
оболочки (рис. 106, а, б). В результате гипертрофии постепенно сгла-
живается наружный рельеф респираторных клеток (рис. 106, г).
Единственным типом клеток жаберного эпителия, не обнаружи-
вающим изменений ультраструктуры при действии кадмия, являют-
ся слизистые клетки. Небольшое, но статистически достоверное уве-
личение количества этих клеток отмечено лишь через 2 мес после
начала токсического воздействия (рис. 104). Об их высокой функци-
ональной активности может свидетельствовать интенсивное выведе-
ние слизи на поверхность жаберного эпителия.
При изучении межклеточных взаимодействий в жаберном эпите-
лии рыб из токсической среды обнаруживается значительное расши-
рение межклеточных щелей в зоне неспециализированных соедине-
ний. Апикальные соединительные комплексы представлены «терми-
нальными замками», с 1—2 десмосомами (рис. 105, г). У нас нет пря-
мых доказательств повышения проницаемости под действием Cd
плотных контактов, входящих в их состав, хотя, учитывая эффект
этого металла на наружные плазматические мембраны, оно пред-
ставляется весьма вероятным.
Таким образом, кадмий даже в субтоксических концентрациях
вызывает развитие серьезных повреждений структуры жабр, прямо
или косвенно ингибирующих функции этого органа. Бблыпая часть
из них — нарушение макроструктуры и кровообращения жабр носит
неспецифический характер, тогда как другие — появление локаль-
ных очагов некроза, инфильтрация эпителия лейкоцитами часто рас-
сматриваются как следствие действия металлов (Eller, 1975; Mallatt,
1985; Evans, 1987). Последнее, впрочем, спорно, так как под влия-
нием высоких концентраций других токсических веществ, в частно-
сти до сих пор слабоизученных пестицидов, могут наблюдаться ана-
логичные эффекты (см. гл. 7).
Такие изменения макроструктуры, как набухание жабр, скручи-
вание и слияние респираторных ламелл, частичная редукция рассто-
яния между смежными лепестками и ламеллами, уменьшают общую
диффузионную поверхность жабр и меняют гидродинамику потоков
воды, несущих органу кислород. Ситуация усугубляется нарушением
циркуляции крови и развитием застойных явлений в кровеносной си-
146
сТемс жабр. Подобные аномалии неспецифичны и коррелируют с уг-
нетением обмена дыхательных газов (Hughes, 1984; Wagh et al.,
1985; Gill et al, 1988). Неспецифичны и концентрация слизи на по-
верхности жаою, увеличение высоты жаберного эпителия (которое
определяется не гиперплазией, а расслоением ткани) и редукция
рельефа поверхности эпителиальных клеток, также лимитирующие
интенсивность обмена дыхательных газов.
Характер изменений ультраструктуры хлоридных и респиратор-
ных клеток позволяет считать, что кадмий проникает в жабры рыб
таким же способом, как алюминий, железо и другие металлы, и на-
капливается в лизосомоподобных структурах. Преципитация метал-
лов в клетках снижает их способность к активной сорбции ионов. В
сочетании с сокращением популяции хлоридных клеток, увеличени-
ем числа их дегенерирующих форм и повреждением органоидов, свя-
занных с транспортом солей, это может объяснить нарушение ион-
ного баланса у рыб, вызванное действием высоких концентраций ме-
таллов (Giles, 1984; Rombough, Garside, 1984).
6.5. Заключение
Соли тяжелых и трассирующих металлов представляют сущест-
венный компонент загрязнения пресных водоемов. Один из путей по-
ступления их в организм рыб лежит через жаберный эпителий. На-
капливаясь в эпителиальной ткани или просто проходя через нее,
ионы металлов способны изменять респираторные и ионообменные
функции жабр и их макро- и микроструктуру. Нарушения морфо-
функциональной организации жабр костистых рыб определяются не
только продолжительностью их контакта с металлом и величиной
концентрации последнего, но и ионным составом окружающей среды.
Благодаря конкурентным взаимоотношениям между ионами метал-
лов, водорода и кальция повреждающий эффект металлов для рыб
усиливается в закисленной слабоминерализованной воде (Bendell-
Young et al., 1986; Cusimano et al., 1986; Norton et al., 1990).
Высокие концентрации металлов в воде, особенно в условиях ее
низкой минерализации и ацидификации, могут вызывать развитие
серьезных патологий в жабрах рыб, вплоть до их разрушения (см.:
Kuhn, Koecke, 1956; Eller, 1975; Mallatt, 1985). В ответ на действие
умеренных концентраций трассирующих и тяжелых металлов в этом
органе реализуется ряд неспецифических реакций. Одна из самых
важных — возрастание диффузионного барьера между кровью и
внешней средой. Оно происходит в основном за счет гипертрофии жа-
берного эпителия, которая включает несколько компонентов. Пер-
вый — увеличение объемов эпителиальных клеток. Второй — гипер-
плазия хлоридных и слизистых клеток, индуцированная дефицитом
Na+ и Са2+ в плазме крови и регулирующаяся с помощью кортико-
стероидных гормонов — кортизола и пролактина. Третий — увели-
чение межклеточных щелей и лимфоидных пространств — связан с
нарушением межклеточных взаимодействий в результате замещения
Са2 + , связанного с отрицательно заряженными группами на поверх-
К)1
147
ности плазмалемм, ионами металлов (McDonald, 1983; Hunn, 1985;
Cusimano et al., 1986; Youson, Neville, 1987; Freda eyaL, 1991). Ги-
пертрофия жаберного эпителия, лимитирующая обмен дыхательных
газов (Hughes, 1984; Laurent, Hebibi, 1989), играет^ определенную
положительную роль, смягчая последствия прямого/действия метал-
лов на эпителиальную и интерстициальную ткани./
Гипертрофия и гиперплазия эпйтелия при действии металлов, в
особенности в закисленной мягкой воде, приводит к деформации жа-
берных лепестков, завершающейся их слиянием. Уменьшение общей
диффузионной поверхности жабр (Mueller et al., 1991) ингибирует
респираторные функции рыб (Playle et al., 1989; McDonald et al.,
1991b; Walker et al., 1991). Процессы слияния жаберных лепестков
при действии субтоксических концентраций металлов усиливаются
при снижении уровня pH и концентрации Са2+ в воде (Jagoe, 1988;
Матей, Комов, 1992; Jagoe et al., 1993).
К неспецифическим ответам на действие металлов относится и
гиперсекреция слизистых клеток, способствующая образованию на
поверхности жабр пленки слизи, затрудняющей диффузию газов.
Эта реакция может рассматриваться как адаптивная, поскольку
слизь, связывая ионы металлов, снижает их прямое цитотоксическое
действие (Arillo, Melodia, 1990).
Наконец, гиперемия жабр представляет собой компонент неспе-
цифической реакции организма, включающей усиление сердечной
деятельности и связанную с ней гипервентиляцию жабр, а также из-
менения гематологических характеристик <см.: Walker et al., 1991).
Механизмы проникновения ионов различных металлов в клетки
однотипны и лучше всего изучены для алюминия. В жабрах рыб пре-
ципитаты этого металла обнаружены в хлоридных клетках, реже —
в респираторных; есть сведения и о нахождении алюминия в эндоте-
лии капилляров (Karlsson-Norrgren et al., 1986а, 1986b; Youson,
Neville, 1987; Evans et al., 1988; Jagoe, 1988; Galle et al., 1990; Матей,
Комов, 1992). Al3+ и, вероятно, ионы других металлов попадают в
клетку путем эндоцитоза (Youson, Neville, 1987). Эти процессы более
интенсивны в хлоридных клетках с развитой транспортной тубуло-
везикулярной системой (Матей, Комов, 1992; Матей, 1993). Проник-
новение металла в клетку активизирует ее вакуолярно-лизосомаль-
ную систему, за счет которой происходит быстрая нейтрализация и
(или) элиминация металла. Как показано с помощью рентгенострук-
турного анализа, А1 накапливается в лизосомах клеток жаберного
эпителия рыб (Youson, Neville, 1987; Jagoe, 1988; Galle et al., 1990).
Аналогичный способ нейтрализации действия металлов обнаружива-
ется в клетках высших позвоночных при различных способах введе-
ния в организм меди, золота и железа (Шелленс и др., 1980). Это
позволяет предположить, что электронно-плотные включения в ли-
зосомальных структурах клеток жаберного эпителия, обнаруженные
при действии на рыб различных металлов, представляют собой их
преципитаты.
Активация лизосомного аппарата, одной из самых древних ката-
болических систем клетки, может рассматриваться не только как по-
148
казатель повреждения клетки, но и как способ адаптивной пере-
стройки ее метаболизма (Панин, Маянская, 1987). Металлы могут
выводиться из жабр либо путем отторжения клеток, дегенерирую-
щих в результате разрушения лизосом и высвобождения лизирую-
щих ферментов^, либо путем отшнуровывания от клеток участков ци-
топлазмы, содержащих лизосомальные структуры (Youson, Neville,
1987; Jagoe, 1988; Матей, Комов, 1992; Матей, 1993).
Процессы проникновения, распределения и накопления металлов
в клетках специфичны для действия на жабры рыб этой группы ве-
ществ. Клетки жаберного эпителия рыб различаются по своей чув-
ствительности к действию солей металлов. Как и при других видах
воздействия (см. гл. 4, 5), наибольшая реактивность присуща ион-
транспортирующим хлоридным клеткам, наименьшая — слизистым.
Специфические изменения ультраструктуры хлоридных и респира-
торных клеток, связанные с накоплением металлов, сочетаются с не-
специфическими разрушениями митохондрий и тубулярной сети и
гипертрофией клеток. Популяция активно функционирующих кле-
ток в результате этого может резко сокращаться. В толерантном ди-
апазоне концентрации металла, при умеренно кислых или нейтраль-
ных значениях pH воды это компенсируется активной пролифера-
цией клеток. Замена поврежденных элементов эпителиальной ткани
молодыми клетками, сохранность органоидов которых высока, может
обеспечивать эффективность ионтранспортирующих функций жабр.
Определенный вклад могут вносить и репаративные процессы, про-
текающие на клеточном и субклеточном уровнях.
Ограничение потери ионов из эпителия жабр, вероятно, происхо-
дит таким же образом, как и при низкой минерализации и ацидифи-
кации воды (см. гл. 4, 5). Во всех случаях обнаруживается усложне-
ние общей структуры апикального соединительного комплекса путем
включения в него множества десмосом. Мы предполагаем, что изме-
няется и ультраструктура плотного контакта, состояние которого оп-
ределяет проницаемость эпителиальной ткани для ионов. Изучение
плотных контактов с помощью метода замораживания-скалывания
может дать ответ на этот вопрос.
Глава 7
ДЕЙСТВИЕ ПЕСТИЦИДОВ НА ЖАБРЫ
ПРЕСНОВОДНЫХ КОСТИСТЫХ РЫБ
Весомый вклад в загрязнение поверхностных пресных вод вносят
вещества, поступающие в водоемы вместе с отходами сельского хо-
зяйства. Среди них большой удельный вес занимают высокотоксич-
ные органические ксенобиотики — пестициды, ежегодное мировое
производство которых превышает 4 млн т. Эти вещества использу-
ются как препараты для защиты растений от болезней и вредителей,
регуляторы роста, средства для механизации уборкц ряда сельскохо-
зяйственных культур (Мельников и др., 1977).
149
Пестициды, среди которых выявляются 2 группы соединений —
хлорорганические (ХОС) и фосфорорганические (ФОС), попадая в
водоемы, оказывают отрицательное влияние на гидробионтов (Фле-
ров, 1973, 1989).
Пестициды проникают в организм рыб парэнтеральным путем и
через жабры, причем в последнем случае поступление происходит
более интенсивно (Тинсли, 1982; Чуйко, 1987). ХОС и ФОС попада-
ют в жабры рыб путем диффузии, скорость которой пропорциональна
площади поверхности органа, величине водно-тканевого барьера,
градиенту концентрации соединения и величине коэффициента его
диффузии (см.: Флеров, 1989).
7.1. Хлорорганические пестициды
Основные функции жабр — дыхание и водно-солевой обмен ха-
рактеризуются высокой чувствительностью к действию хлороргани-
ческих пестицидов (Виноградов и др., 19796, 1983а). ХОС способны
подавлять дыхательные функции органа за счет изменения его общей
структуры и кровоснабжения (Межнин, 1973; Nowak, 1992). Способ-
ность ХОС изменять ионрегуляторные функции жабр пресноводных
рыб связывается с избирательным действием их на АТФазный транс-
портный комплекс, в частности на Na + , К+-АТФазу (Leadem et al.,
1984). При этом абсорбтивные функции органа могут нарушаться
(эндрин) или оставаться неизменными (ДДТ) (Leadem et al., 1974;
McBride, Richards, 1975). У пресноводных рыб, подвергнутых дейст-
вию ХОС, изменяется ионный состав крови, падает ее осмотическое
давление, снижается концентрация Na+ (Weisbart, Feiner, 1974).
Предполагается, что в большей степени это связано не столько с уг-
нетением абсорбтивных функций жабр, сколько с потерей электро-
литов, обусловленной нарушением структуры органа (Виноградов и
др., 19796, 1983а; Матей, Мальгина, 1979).
К такому выводу можно прийти при сравнительном изучении дей-
ствия на жабры карася двух хлорорганических соединений — поли-
хлорпинена (ПХП) и гексахлорциклогексана-гексахлорана (ГХЦГ).
Они близки по своей химической природе, но токсичность ПХП при-
мерно в 20 раз выше, чем таковая ГХЦГ (Виноградов и др., 19796).
В наших экспериментах ПХП и ГХЦГ применялись соответственно
в концентрациях 0.1—0.2 и 8 мг/л, вызывающих гибель 50 % рыб в
течение 48 ч.
Полихлорпинен вызывает тяжелые нарушения общей структуры
жабр. Начиная с первых часов воздействия отмечалась прогрессиру-
ющая гиперемия, сопровождаемая застойными явлениями в жабер-
ных артериях и капиллярах и кровоизлияниями (рис. 107, а, см.
вкл.). Параллельно с поверхности филаментов (1 ч), а затем и ре-
спираторных ламелл (3—6 ч) происходит массовое отторжение кле-
ток. В последних это сочетается с отслоением эпителия от капилля-
ров (рис. 107, а). В результате этого через 10—12 ч воздействия
часть респираторных ламелл представляла собой «голые», чрезвы-
чайно расширенные в дистальных участках капилляры, забитые
150
эритроцитами и покрытые остатками деструктурированных эпители-
альных клеток (рис. 107, б). Очень тонким становится и эпителий
филаментов, отмечается геморрагия жабр (рис. 107, б).
Установлено, что в эти сроки значительно увеличивается потреб-
ление кислорода в жабрах подопытных рыб (Виноградов и др.,
19796). Этот парадоксальный эффект может объясняться тем, что от-
торжение клеток с поверхности ламелл делает минимальным барьер
для диффузии газов, которые легко проходят через тонкую стенку
капилляра.
Отторжение клеток с поверхности жаберного эпителия карася при
остром воздействии ПХП объясняется нарушениями межклеточных
взаимодействий. Отмечаются перфорации плазмалемм и прогресси-
рующее расширение межклеточных щелей как в зоне неспециализи-
рованных соединений, так и в области плотного контакта, достигаю-
щее максимума через 10 ч токсического воздействия (рис. 107, в—г),
В результате этого плотные контакты разрушаются, а межклеточные
щели в зоне неспециализированных соединений увеличиваются в
10—15 раз по сравнению с контролем.
Повреждение структуры межклеточных контактов при действии
ПХП обусловливало значительное снижение адгезивных свойств
плазмалемм эпителиоцитов.
С помощью метода центрифугирования установлено, что сила
сцепления между клетками жабр рыб, содержащихся в растворе
ПХП с концентрацией 0.1 мг/л, через 3 ч воздействия уменьшается
в 1.6 раза по сравнению с исходным уровнем (Тагунов и др., 1984).
Снижение интегративных свойств клеточных мембран, вызванное
нарушением структуры межклеточных контактов при действии
ПХП, сопровождается увеличением проницаемости жаберного эпи-
телия для ионов. Установлено, что у карася присутствие в среде
ПХП даже в сублетальных концентрациях (< 0.02 мг/л) неизменно
вызывает увеличение скорости потери ионов из эпителия жабр (Ви-
ноградов др., 1983а). В летальных концентрациях ПХП (0.1 —
0.2 мг/л) массированная утечка Na* из жаберного эпителия проис-
ходит в период 10—24 ч воздействия (Виноградов и др., 1983а) и
совпадает по времени с нарушениями ультраструктуры плотных кон-
тактов. Через эти утратившие свои барьерные свойства соединения
из эпителия могут выходить не только Na+, но и К+ , и Са24, и тем
же путем в него способны проникать молекулы ПХП. Нарушение
межклеточных взаимодействий может рассматриваться как одна из
основных причин ионного дисбаланса у рыб, усиливающего повреж-
дающее централизованное действие ПХП на центральную нервную
систему, кровоснабжение и проницаемость эритроцитов для ионов и
воды (Матей, Мальгина. 1979; Гдовский, 1984; Виноградов, 1988).
На первый взгляд изменения ультраструктуры межклеточных со-
единений в жабрах рыб при действии ПХП весьма сходны с таковыми
при действии летальных концентраций ионов водорода. Однако при-
рода этих нарушений совершенно различна. При кислотном стрессе
процесс носит Са-зависимый характер, и внесение Са2+ в закислен-
ную среду полностью нейтрализует негативный эффект Н+ (см. гл.
151
5.3.2). Структура и функции жаберного эпителия рыб, подвергнутых
действию ПХП, не восстанавливаются при добавлении в среду сое-
динений кальция (Виноградов и др., 1983а). Следовательно, повреж-
дающее действие ПХП не связано с замещением Са2+ в плазмалем-
мах и межклеточном веществе, как в закисленной среде, а обуслов-
лено иными, до сих пор неизвестными механизмами, например на-
рушением липидных компонентов плазматических мембран.
Повреждая структуру жаберного эпителия и межклеточных кон-
тактов, ПХП существенно не меняет ультратонкую организацию
хлоридных клеток. Значительно гипертрофированные, они содержат
довольно развитый тубулярный ретикулум и множество митохонд-
рий, структурные характеристики которых существенно не отлича-
ются от контрольных (рис. 108, а, б, см. вкл.). Благодаря этому в
эпителии поддерживается высокий уровень активности СДГ, играю-
щей важную роль в процессах клеточного метаболизма (Матей,
Мальгина, 1979). В хлоридных клетках обнаруживаются признаки
активации синтетических процессов: развитие гранулярного эндо-
плазматического ретикулума, обилие свободных рибосом, увеличе-
ние размеров ядрышек и перераспределение гетерохроматина по пе-
риферии кариоплазмы (рис. 108, б). Это может быть основой репа-
ративных процессов, способствующих поддержанию сорбции Na* из
внешней среды на уровне, близком к контрольному в пределах 2—3
сут воздействия остротоксичных для рыб концентраций ПХП (Ви-
ноградов и др., 19796, 1983а).
В отличие от полихлорпинена гексахлоран в концентрации 8 мг/л
не вызывает изменений в процессах ионной регуляции у карася
(Виноградов и др., 19796). В определенной мере это можно объяс-
нить общим состоянием структуры жабр. Жаберный эпителий пред-
ставляет собой компактную, без расширения межклеточных про-
странств или расслоений ткань, в которой отмечена гиперплазия
слизистых и хлоридных клеток, обладающих высокой СДГ-активно-
стью (рис. 108, в, г) (Матей, Мальгина, 1979). Это создает предпо-
сылки для поддержания сорбции ионов из внешней среды и ограни-
чения их потери из эпителия жабр. Хлоридные клетки выявляются
в обоих отделах жаберного эпителия (рис. 108, в, г).
Действие ГХЦГ, как и ПХП, стимулирует гипертрофию эпители-
альных клеток. Поскольку массового отторжения клеток от эпители-
ального пласта в растворе ГХЦГ не происходит, он становится очень
высоким (рис. 108, в, г). Подобный эффект наблюдается при дейст-
вии на жабры рыб и других ХОС: эндосульфана, ДДТ, гептахлора
(см.: Mallatt, 1985). Жаберные лепестки подопытных рыб окутыва-
ются слизью. Возможно, этот комплекс реакций лежит в основе
временного угнетения дыхания у карасей после 1 сут пребывания в
среде, содержащей ГХЦГ (Виноградов и др., 19796). Усиленная цир-
куляция крови в васкулярной системе жабр, не сопровождающаяся
кровоизлияниями или застойными явлениями, может рассматри-
ваться как одна из причин восстановления респираторных функций
исследованных рыб после 4 суг действия ГХЦГ (Виноградов и др.,
19796).
152
7,2. Фосфорорганические пестициды
фосфорорганические соединения характеризуются довольно низ-
ким коэффициентом накопления в организме рыб, но при хрониче-
ском воздействии их токсические эффекты усиливаются (Козловская
и др., 1983). Эти пестициды обладают специфическим свойством уг-
нетать ацетилхолинэстеразы в органах и тканях рыб (О’Брайн,
1964). Высокие концентрации ФОС оказывают влияние и на функ-
циональные характеристики жабр, снижая эффективность газооб-
мена и ионной регуляции в организме рыб (Rath, Misra, 1979; Rich-
monds, Dutta, 1989). Светооптические исследования регистрируют
лишь самые общие нарушения структуры жабр, которые могут
вызывать эти отклонения: гиперплазию, геморрагию и некроз жа-
берного эпителия (см.: Mallatt, 1985). Применение методов электрон-
ной микроскопии в сочетании с классическими гистологиче-
скими методиками дает более полное представление о тонких меха-
низмах реакции жабр на действие этой группы органических ксе-
нобиотиков.
В острых экспериментах на жабрах пресноводного угря Anguilla
anguilla L. исследовалось действие фосдрина в концентрации 0.5 мг/л,
которая вызывала гибель 50 % подопытных рыб в течение 48 ч.
В токсической среде быстро развивающиеся аномалии общей
структуры жабр включали значительную гипертрофию; деформацию
жаберных лепестков, а в отдельных случаях и слипание респиратор-
ных ламелл (рис. 109, а, см. вкл.). На поверхности эпителия фила-
мента обнаруживалось необычно высокое содержание слизистых и
хлоридных клеток (рис. 109, а, б). Последние характеризовались вы-
пуклой апикальной поверхностью, содержащей короткие и широкие
микровилли, покрытые слизью (рис. 109, б). После 12 ч эксперимен-
та в хлоридных клетках прогрессировали деструкция митохондрий,
их преобразование в ламеллярные тельца и редукция тубулярного
ретикулума (рис. 109, в). Подобные нарушения ультраструктуры
обычно соответствуют подавлению ионтранспортирующих функций
хлоридных клеток (Матей, 1990а).
При действии фосдрина разрушение митохондрий было отмечено
и в респираторных клетках, обычно менее чувствительных к дейст-
вию токсических веществ. В результате чрезвычайной гипертрофии
клеток микрорельеф их поверхности редуцировался, микрогребни
постепенно расширялись, деформировались и сливались между со-
бой, а чрезвычайно узкие микрожелобки заполнялись слизью (рис.
109, г). В сочетании с увеличением высоты жаберного эпителия это
создает серьезные предпосылки для ухудшения газообмена в жабрах
подопытных рыб.
Длительное (2 мес) действие ФОС на жабры рыб было изучено
нами на примере дихлофоса (ДДВФ) в сублетальной концентрации
0.46 мг/л. Объектом исследования служили тиляпии Oreochromis
Wossambicus Peters.
Наиболее значительные изменения структуры жабр выявляются
в течение 1-го месяца токсического воздействия. В этот период про-
153
Таблица 9
Влияние хронической) действия ДДВФ на высоту эпителия
и количество клеток в жабрах тиляпии
Вариант опьпа Длительность воздействия, мес Высота эпителия, мкм Количество клеток1
филаментов респиратор- ных ламелл хлоридных слизистых
Контроль2 0.5—2.0 10.7±0.6 2.8±0.1 2.7±0.2 6.2±0.3
ДДВФ 0.5 18.2±0.9 4.8±0.3 1.6±0.1 5.2±0.2
1.0 18.6±0.6 4.6±0.4 2.6±0.2* 6.1 ±0.4*
1.5 14.6± 1.0 4.0±0.2 2.1 ±0.1 7.8±0.3
2.0 14.2±0.8 3.6±0.2 1.8±0.1 9.2±0.3
Примечание: 1— количество хлоридных клеток рассчитано на 1, слизистых
10 межламеллярных участков. 2— среднее значение для 200 измерений во все сроки
исследования. * — не отличается статистически достоверно от значения в контроле;
в остальных случаях различие достоверно (Р < 0.5).
исходит набухание и слияние не только респираторных ламелл, нс
и вершин филаментов (рис. 110, а, см. вкл.). Из-за гипертрофии кле-
ток значительно увеличивается высота эпителия филаментов и ре-
спираторных ламелл (табл. 9). Одновременно в эпителии жабр уве-
личивается содержание дегенерирующих клеток, а число хлоридных
и слизистых достоверно уменьшается (табл. 9), что можно рассмат-
ривать как следствие прямого действия ДДВФ на жабры исследован-
ных рыб. Жаберные лепестки гиперемированы, но застоя крови в ка-
пиллярах не наблюдается. Количество хлоридных и слизистых кле-
ток в эпителии филаментов после первоначального сокращения (0.5
мес) через 1 мес воздействия восстанавливается до контрольного
уровня (табл. 9).
Хлоридные клетки, представленные преимущественно светлыми
/^-формами, открываются на поверхность эпителия небольшими,
слегка углубленными или плоскими апикальными ямками (рис. ПО,
б, в; 111, а, см. вкл.). Содержание митохондрий в этих клетках не-
сколько снижено по сравнению с контролем, в цитоплазме выявля-
ются мультивезикулярные тельца и немногочисленные лизосомы,
тубулярный ретикулум не изменен (рис. 111, а). Темные хлоридные
клетки, расположенные в промежуточных слоях филаментов, содер-
жат набухшие митохондрии с очень мелкими кристами. Часть мито-
хондрий лизируется или преобразуется в ламеллярные тельца, раз-
рушается тубулярный ретикулум, в цитоплазме накапливаются ли-
зосомы (рис. 111, в, г). Деструктивные изменения темных хлорид-
ных клеток не только обнаруживают большую чувствительность
молодых форм ионоцитов к повреждающему воздействию, они могут
быть одной из причин угнетения абсорбтивных функций жабр, по-
скольку сокращают популяцию тех элементов жаберного эпителия,
которые должны заменить по мере старения зрелые ионтранспорти-
рующие клетки.
154
Изменения ультраструктуры респираторных клеток незначитель-
ны и характеризуются лишь легким набуханием митохондрий и
довольно низкой активностью комплексов Гольджи. Однако в этом
Случае, как и при других стрессорных воздействиях, рельеф наруж-
ных микрогребней постепенно редуцируется в результате прогресси-
рующей гипертрофии клеток (рис. ПО, б, в). Несмотря на некоторое
первоначальное снижение общего числа слизистых клеток (табл. 9),
их функциональная активность достаточно высока, о чем свиде-
тельствует тонкий слой слизи, покрывающий поверхность жабр
(рис. 1 Ю, в).
При более длительном (1.5—2 мес) воздействии ДДВФ макро-
структура жабр тиляпий частично восстанавливается (рис. ПО, г).
Набухшие и слипшиеся респираторные ламеллы располагаются толь-
ко на вершинах филаментов, которые не сливаются между собой.
Межламеллярные пространства в средней и базальной частях жабер-
ных лепестков довольно широкие. Высота эпителия филаментов и ре-
спираторных ламелл постепенно уменьшается, но все же диффузи-
онный барьер между кровью и средой остается высоким (табл. 9).
Относительная нормализация общей структуры жабр тиляпий со-
четается с дальнейшими изменениями клеточного состава жаберного
эпителия. Количество хлоридных клеток вновь сокращается, состав-
ляя через 2 мес токсического воздействия лишь 75 % от исходного
уровня, а число слизистых клеток в этот период увеличивается в 1.5
раза по сравнению с исходным уровнем (табл. 9).
К сожалению, мы не располагаем данными о влиянии сублеталь-
ных концентраций ФОС на секрецию кортизола и пролактина, от-
ветственных за размножение и дифференцировку клеток в жаберном
эпителии рыб. Неизвестно, чем вызван одновременный эффект уве-
личения числа слизистых и уменьшения количества хлоридных кле-
ток при длительном действии ДДВФ. Возможно, дихлофос подавляет
активность интерреналовой железы и стимулирует деятельность аде-
ногипофиза, в результате чего соотношение между хлоридными и
слизистыми клетками меняется в пользу последних. Но не исключе-
но, что активизируются оба центра, а увеличение числа слизистых
клеток может быть результатом нарушения баланса между содержа-
нием кортизола и пролактина.
Ультраструктура светлых и темных хлоридных клеток в эпителии
филаментов в значительной мере нарушена. Лишь немногие //-хло-
ридные клетки характеризуются сохранностью органоидов. В боль-
шинстве из них митохондрии набухают, лизируются, преобразуются
в ламеллярные тельца и постмитохондриальные вакуоли, значи-
тельной редукции подвергается и система тубулярного ретикулума
(рис. 111, б). Цитоплазма хлоридных клеток слегка разрежена и
вакуолизирована, но лизосомы весьма редки. Уменьшаются диа-
метры апикальных ямок, поверхность их покрывается пленкой сли-
зи, которая маскирует короткие и широкие микровилли (рис. ПО,
б)- В темных хлоридных клетках в отличие от светлых накап-
ливаются лизосомы, что обычно предшествует разрушению клеток
(Рис. 111, г).
155
Объем респираторных клеток в обоих отделах эпителия жабр по-
сле 1 мес действия на рыб ДДВФ уменьшается. Их наружный рельеф,
однако, не восстанавливается и представлен единичными концентри-
ческими гребнями, расположенными на периферии поверхности
клетки (рис. НО, в). По-прежнему очень активны многочисленные
слизистые клетки. По-видимому, синтез и созревание секреторных
гранул в них происходит очень интенсивно, в результате чего на
поверхность жабр выводятся очень крупные глобулы слизи. Послед-
няя, вероятно, выполняет обычную двойственную функцию: смягча-
ет прямое цитотоксическое действие ДДВФ, но одновременно пред-
ставляет дополнительное препятствие для диффузии газов.
Изменяя ультраструктуру клеток жаберного эпителия, ДДВФ в
указанной концентрации не влияет на характер межклеточных вза-
имодействий. В течение 2 мес эксперимента константными остаются
размеры межклеточных щелей в зоне неспециализированных соеди-
нений (20 нм), не нарушается ультраструктура плотных контактов
и очень коротких десмосом, скрепляющих плазмалеммы смежных
эпителиальных клеток (рис. 111, а). Таким образом, если ДДВФ,
как и другие фосфорорганические пестициды, способен нарушать
ионный обмен, то это, скорее всего, связано не с изменением прони-
цаемости жаберного эпителия для ионов, а с угнетением функцио-
нальной активности ионтранспортирующих клеток.
7.J. Заключение
Действие на рыб пестицидов хлор- и фосфорорганической приро-
ды, применяемых в сельском хозяйстве, вызывает развитие стрессо-
вых реакций на всех уровнях организации жабр, весьма напомина-
ющих таковые при воздействии кислот или солей металлов. Неспе-
цифические изменения — гипертрофия и деформация жаберных ле-
пестков, сокращение числа респираторных ламелл в результате их
слияния, нарушение кровоснабжения, гиперсекреция слизи ингиби-
руют обмен дыхательных газов в жабрах рыб из загрязненной среды.
Гипертрофия, гиперплазия и расслоение жаберного эпителия увели-
чивают диффузионный барьер между кровью и внешней средой,
также создавая предпосылки для угнетения газообмена, характерно-
го для действия органических ксенобиотиков (Метелев и др., 1971;
Rath, Misra, 1979; Richmonds, Dutta, 1989).
Нарушение ионного обмена при острых воздействиях и на ранних
этапах действия сублетальных концентраций ХОС и ФОС определя-
ется, как правило, двумя механизмами. Первый — деструкция орга-
ноидов, связанных с транспортом ионов в хлоридных клетках, обна-
ружен нами при действии на рыб фосфорорганических соедине-
ний — фосдрина и дихлофоса. Второй заключается в значительном
увеличении проницаемости жаберного эпителия для ионов, связан-
ном с нарушением межклеточных контактов, как при действии по-
лихлорпинена.
Можно предположить, что различные группы ксенобиотиков об-
ладают специфическим действием на жаберный эпителий рыб, и ус-
156
адаптации определяется использованием одного из описанных
пе1Ше механизмов или их комплексным эффектом. Однако в рамках
Вме1ошегося в настоящее время материала проблема специфичности
Иеакций на действие органических пестицидов, одна из самых
дискуссионных в современной токсикологии, вряд ли может быть
оешена. В данный момент мы отмечаем лишь тот факт, что дей-
ствие сравнимых по общему эффекту на рыб токсических веществ по
степени поражения жабр в среде, содержащей пестициды, гораздо
выше, чем в воде с высокой концентрацией Н+ или солей металлов.
Вероятно, это объясняется тем, что длительное время в процессе эво-
люции рыбам не приходилось сталкиваться с эффектом загрязняю-
щих веществ химической природы, и адаптация к ним осуществля-
ется сложнее, чем в случае действия природных альтерирующих
факторов среды.
* * *
Представленные во 2-й части работы собственные и литературные
данные свидетельствуют о том, что жабры пресноводных костистых
рыб, играющие ведущую роль в поддержании гомеостаза в организме
этих животных, обладают высокой степенью адаптированное™ к из-
менению состава внешней среды. Закисление и низкая минерализа-
ция воды, загрязнение ее солями металлов и пестицидами вызывают
в жабрах рыб различных таксономических и экологических групп
развитие неспецифических стрессорных реакций, реализующихся на
всех иерархических уровнях — от организменного до субклеточного.
Успех адаптации определяется способностью к поддержанию доста-
точно высокого уровня сорбции ионов из воды, ограничению их по-
тери и интенсификации газообмена в жабрах рыб.
Угнетение сорбции ионов компенсируется двумя сопряженными
механизмами. Первый — внутриклеточный, базирующийся на быс-
тром (0.4—24 ч) преобразовании ультраструктуры хлоридных кле-
ток, которое приводит к увеличению их функциональной активно-
сти. Второй, системный (2—7 сут), включает комплекс реакций,
регулирующихся нейроэндокринной системой организма рыб. Бла-
годаря усилению пролиферативной активности жаберного эпителия
происходит гиперплазия хлоридных клеток, часть из которых объе-
диняется в многоклеточные мощные ионтранспортирующие комп-
лексы, а другая перемещается в ламеллярный эпителий. В результа-
те этого последний помимо функций дыхания и отчасти в ущерб им
начинает также выполнять функции активного транспорта ионов.
Определенный вклад в это вносит и гипертрофия слизистых клеток,
концентрирующих катионы на границе раздела сред.
Основную роль в ограничении проницаемости жаберного эпи-
гелия для ионов при действии стрессирующих факторов среды
вносит восстановление изолирующих свойств плотных контактов,
которое может быть связано с мобилизацией эндогенного кальция
и усложнением структуры межклеточных соединительных компо-
нентов.
157
Осморегуляторный компромисс достигается за счет комплексных
стандартных реакций, регулируемых катехоламинами и уротензина-
ми. Предполагается, что в условиях сокращения общей диффузион-
ной поверхности жабр, увеличения барьера между кровью и внешней
средой, преципитации слизи на поверхности жабр и замещения части
респираторных клеток на хлоридные в жаберных ламеллах поддер-
жание газообмена осуществляется путем учащения дыхательных и
сердечных ритмов, интенсификации кровоснабжения органа, повы-
шения гематокрита и гемоглобина крови.
Часть 3
Глава 8
ЭВОЛЮЦИЯ ФУНКЦИЙ ЖАБР КОСТИСТЫХ РЫБ
Прогрессивное развитие основных физиологических систем орга-
низма, в том числе дыхания, водно-солевого обмена и кислотно-ще-
лочного равновесия, сосредоточенных в жабрах, — важный фактор
эволюции рыб.
Обмен дыхательных газов, очевидно, представляет собой наибо-
лее древнюю функцию жабр, но и механизмы ионной регуляции по-
стоянства состава внутренней среды присущи водным животным уже
на ранних этапах филогенеза (Гинецинский, 1964). Итогом сложного
пути развития этой системы у низших позвоночных является много-
компонентная и многоуровневая организация физиологической сис-
темы водно-солевого обмена, в которой жабры представляют ведущее
эфферентное звено. Параллельно идет совершенствование механиз-
мов газообмена.
Уровень организации жабр у гидробионтов определяет эффектив-
ность происходящих в них физиологических процессов. Исходя из
того что жаберный аппарат не есть «нечто стационарное, раз навсег-
да данное, а... представляет определенный этап развития» (Орбели,
1939, с. 153), можно проследить эволюцию функций этого органа в
филогенезе водных животных и определить основные тенденции его
морфофункционального прогресса.
Для анализа закономерностей развития функций жабр использо-
ваны критерии, разработанные Ю. В. Наточиным (1984) при изуче-
нии эволюции функций другого компонента системы водно-солевого
обмена — почек. Рассмотрены три категории явлений: эволюция
Функций органа, эволюция его структурно-функциональных единиц,
эволюция всей функциональной системы.
8.1. Принципы эволюции функций органа
Изменение структуры и функций жабр в ходе эволюционного
процесса можно рассматривать как классический пример эволюции
на органном уровне. Неслучайно описание принципов их филогене-
тических преобразований широко использовалось для иллюстрации
и подтверждения ряда общих закономерностей эволюции органов
(СеверцОВ А. Н., 1939; Догель, 1954; Северцов А. С., 1981).
159
В настоящее время насчитывается до 20 основных критериев эво-
люционных преобразований строения органов, связанных с измене
нием их функции (Северцов, 1981). Исходным, доминирующим и
макросистемах считается принцип полифункциональност и
(мультифункциональности) (У голев, 1989). Сформулированный
Дорном в конце XIX в. (Дорн, 1937) и впоследствии творчески раз-
витый Северцовым (1981), он представляет собой основу эволюци
онных преобразований любого органа или системы, делающих их бо
лее универсальными, способными адаптироваться к широкому диа
пазону изменений внешней среды. Согласно этому принципу, каж
дый орган или система выполняет не одну, а несколько функций,
среди которых выделяются основные и дополнительные, второсте
пенные (Северцов, 1981).
Жабры рыб — типичный полифункциональный орган, в котором
одновременно протекает ряд взаимозависимых процессов. К основ-
ным, возникшим на заре эволюции гидробионтов, относятся дыха
ние, ионная и осмотическая регуляция и поддержание постоянства
значений pH жидкостей организма, волюморегуляция, экскрецич
метаболитов — конечных продуктов азотистого обмена. Эти процес-
сы реализуются в дистальном отделе жаберного аппарата гидробион-
тов — жаберных пластинках и имеют единую морфофункциональ-
ную основу — эпителий жабр.
Дополнительные функции, выполняемые жаберным аппаратом
рыб, ассоциированы с проксимальным отделом жабр. Они определя-
ют участие органа в начальных этапах процессов питания и хеморе-
цепции. Первый реализуется расположенными на жаберных дугах
тычинками, представляющими компонент «цедильного аппарата»,
через который из воды отфильтровываются мелкие пищевые части
цы. Процессы хеморецеппии обеспечиваются рецепторными комп-
лексами — вкусовыми почками, локализованными на жаберных ты
чинках и дугах (Hossler, Merchant, 1983; Матей, 1990а; Burleson.
Milsom, 1993). Поскольку эти дополнительные функции обладают
полезным эффектом, они, согласно концепции Уголева (1989), могут
становиться предметом естественного отбора и закрепляются в ходе
филогенеза водных животных.
Очевидно, главный итог эволюции любого органа — интенсифи-
кация его основных функций. В ходе развития она может быть до-
стигнута несколькими способами: множественной закладкой органов,
их полимеризацией и олигомеризацией и т. д. Полимеризация пре-
обладает у одноклеточных организмов, становление многоклеточно-
сти характеризуется доминированием олигомеризационных процес-
сов (Мамкаев, 1984). Это можно отнести и к эволюции систем орга-
нов, для ранних ступеней которой характерна полимеризация, в ходе
дальнейшего эволюционного развития вытесняющаяся олигомериза-
ционными преобразованиями.
Развитие жаберного аппарата водных животных, относящихся к
различным типам и классам, полностью соответствует этой гипотезе.
Действительно, если в типе хордовых у Acrania (ланцетник) наблю-
дается множественная закладка органов и их полимеризация, т. е.
160
ИЛЛЮСТРАЦИИ
Рис. 7. Общий вид жаберной пластинки.
а — семга, 2-я жаберная дуга; б — окунь, 1-я жаберная дуга.
Рис. 8. Ультраструктура поверхности жаберной дуги.
а — карась; б — лещ.
Рис. 9. Полиморфизм жаберных тычинок у молоди пресноводных рыб.
а — конические тычинки, карп; 6 — палицеобразные, окунь; в — серповидные.,
щука; г — ветвистые, омуль.
Рис. 10. Жаберные шипы на поверхности тычинок.
а — семга-пестрятка; б — омуль; в — окунь.
Рис. 11. Вкусовые почки на поверхности жаберных тычинок (а, б, г) и дуг (в),
а, б — лещ; в — карп; — синец.
Рис. 12. Ультраструктура жаберных лепестков.
а — угорь; 6 — форель; в — карась.
Рис. 15. Локализация (а) и ультраструктура (б) столбчатых клеток в капиллярах
карпа.
Рис. 20. Ультраструктура жаберного эпителия форели.
а — дистальный участок эпителия филамента; б — поверхность эпителия фи ламенга
Рис. 21. Ультраструктура респираторных клеток.
» 0 — перинуклеарная зона цитоплазмы (а — щука, б — карась); в — комп-
лекс Гольджи и «темные» везикулы, лещ; г — микрофиламенты в апикальной зоне
клетки, окунь.
Рис. 22. Ультраструктура поверхности респираторных клеток пресноводных карповых
рыб.
а — 6 — карп; в — лещ; — карась; д — язь.
Рис. 23. Ультраструктура поверхности респираторных клеток пресноводных рыб.
а — судак; б — щука; в — семга; — угорь.
Рис. 27. Ультраструктура хлоридной клетки из жаберного эпителия карася.
Рис. 28. Улыраструктура митохондрий и тубулярного ретикулума в хлоридных
клетках пресноводных рыб.
а — карась; б — судак; в — семга-пестрятка; — окунь.
Рис. 30. Ультраструктура апикальной ямки хлоридной клетки.
а, в — карась; b — щука; — форель.
рис. 29. Тубуло-везикулярная система в хлоридных клетках пресноводных рыб.
а — окунь; б — колюшка девятииглая; в — семга-пестрятка.
Рис. 31. Ультраструктура «темных» хлоридных клеток из жаберного эпителия кари
ся (а) и американского окуня (б).
- ГЭР
ГЭР
AL*
> us™ w гг ш>я4ж.г;Ж
М » й' * .. •’ ед?». A’-vI Т» **
^И( • 32. Ультраструктура молодых слизистых клеток из жаберного эпителия лососе-
вых рыб.
° начальные этапы процесса образования секреторных гранул, семга-пестрятка;
б — <|)op<v«» ручьевая.
Рис. 33. Ультраструктура слизистых клеток из жаберного эпителия рыб.
а — окунь американский; б — семга-пестрятка; в — форель ручьевая.
Рис. 34. Ультраструктура зрелых слизистых клеток.
а — карп; 6 — карась; в — форель ручьевая.
Рис. 35. Выведение секрета из слизистых клеток.
а — секреторная пора, форель ручьевая; 6 — апикальный участок слизистой клет-
ки, окунь; в — выведение гранул слизи, лещ; г — гранула слизи на поверхно-
сти эпителия, карп.
Рис. 36. Локализация (а) и ультраструктура (б—г) палочковых клеток на ранн
стадиях дифференцировки.
о — клетки в эпителии окуня; 6 — карась, !-я стадия дифференцировки клетки;
6 — форель, фибриллярный слой клеток, 2-я (одна стрелка) и 3-я (две стрел-
ки) сталии; г — окунь, 2-я стадия дифференцировки клетки.
Рис. 37. Ультраструктура палочковых клеток на 3-й (а) и 4-й (б—г) стадиях диф-
ференцировки.
а — окунь, общий вид клетки; б — колюшка, общий вид клетки; в — окунь,
десмосомы между палочковой и респираторной клетками; г — карп, фибриллярная
оболочка клетки.
Рис. 38. Ультраструктура зрелых палочковых клеток (4-я стадия).
окунь европейский; б — окунь американский; в — форель, дистальная зона
цитоплазмы; г — окунь европейский, палочковые гранулы.
Рис. 39. Ультраструктура палочковых клеток окуня (tz, в) и форели (б, г) на секр>
торной (5-й) стадии дифференцировки.
а — дистальная часть клетки; б — фибриллярная оболочка; в — общий вид к «•
ки в состоянии сокращения; г — палочковые гранулы на поверхности эпителия.
^Ис' 40. Локализация (а) и ультраструктура (б, в) недифференцированных клето
жаберного эпителия пресноводных рыб.
а — карась; 6 — щука; в — лещ.
Рис. 41. Ультраструктура нейроэпителиальных клеток из жаберного эпителия прг
сноводных рыб.
а — общий вид клетки, лещ; 6 — реакция на биогенные амины, окунь; в —
участок цитоплазмы со специфическими везикулами, семга-пестрятка.
Рис. 42. Ультраструктура плотных межклеточных контактов в жаберном эпителии
пресноводных рыб из «жесткой» воды.
а — карась; б — окунь; « — лещ; — колюшка трехигла я.
Рис. 43. Ультраструктура неспециализированных межклеточных контактов в жабер
ном эпителии пресноводных рыб.
а — карась, простое соединение; b — колюшка трехиглая, контакт типа «замок»:
в — щука, контакт «складки-инвагинации».
Рис. 44. Ультраструктура межклеточных соединительных комплексов в жаберном
эпителии рыб из слабоминерализованных водоемов.
а — семга-пестрятка; б — форель; в — окунь.
Рис. 45. Ультраструктура респираторной ламеллы (а, в) и респираторной клетки
(6).
а
окунь; b
семга; в
окунь.
Рис. 46. Ультраструктура хлоридных клеток из респираторного эпителия рыб.
й — карп; б — форель; в — окунь американский, хлоридная клетка на границе
эпителия филамента и респираторной ламеллы; г — щука, поверхность хлоридных
клеток.
Рис. 47. Изменение проницаемости плотных контактов в жаберном эпителии окуня
в дистиллированной воде (б—г), тестированное с помощью LaC^.
а — пресная вода, 12 ч, контакт, не проницаемый для трассирующей метки; б —
прохождение метки в межклеточном пространстве и тубулах ретикулума, 6 ч; в —
12 ч, осаждение метки на поверхности клетки; г — 1 сут, «герминальный замок»
между хлоридной и респираторной клетками.
Рис. 48. Ультраструктура поверхности жаберного эпителия окуня в дистиллирован-
ной воде.
а
1 ч; 6
6 ч.
Рис. 49. Изменение ультраструктуры клеток жаберного эпителия окуня при дейст-
вии дистиллированной воды, 1-я фаза адаптации (б—г).
а — участок цитоплазмы хлоридной клетки, контроль; б — хлоридная клетка,
I ч; в — поверхность респираторных клеток, 6 ч; г — участок цитоплазмы ресни
раторной клетки, 6 ч.
Рис. 50. Ультраструктура хлоридных клеток окуня при действии дистиллированно'
воды, 2-я фаза адаптации.
й — клетка из эпителия филамента, I сут; 6 — клетки на поверхности респира-
торных ламелл, 2 сут; в — клетка в основании ламеллы, 2 су г.
Рис. 51. Локализация и ультраструктура хлоридных клеток в эпителии жабр окуня
при действии дистиллированной воды, 4 сут.
а — обилие хлоридных клеток в филаментах и респираторных ламеллах, б — уча-
сток цитоплазмы.
Рис. 52. Межклеточные контакты в жаберном эпителии окуня при действии дистил-
лированной воды, 4 сут.
в° апикальный соединительный комплекс; б — неспециализированные соединения
области базальной пластинки, контроль; в — расширение межклеточных щелей в
том же участке эпителия при действии дистиллированной воды.
Рис. 53. Поверхность эпителия филамента жабр окуня при действии дистиллиро-
ванной воды, 14 сут (3-я фаза адаптации).
Рис. 54 Ультраструктура эпителиальных клеток и межклеточных контактов в жа-
берном эпителии окуня при действии дистиллированной воды, 14 сут.
° палочковая клетка; б, в — цитоплазма хлоридной клетки; г — «герминаль-
ный замок».
Рис. 55. Восстановление ультраструктуры хлоридных клеток (а, б) и межклеточ-
ных контактов (в, г) в жабрах окуня при внесении в дистиллированную воду
кальция, 4 сут.
а — околоядерная зона цитоплазмы; 6 — апикальная зона; в — апикальный соеди-
нительный комплекс; г — взаимодействие эпителия с базальной пластинкой.
Рис. 56. Ультраструктура хлоридных клеток карася при действии повышенной соле-
ности 10 %о-
Q — митохондрии, I ч; б — апикальная зона цитоплазмы, 12 ч; в — комплекс
Гольджи, I сут; г — перинуклеарная зона цитоплазмы, 12 ч; д — инвагинирован-
ное ядро, 2 сут.
Рис. 58. Изменение ультраструктуры поверхности жаберного эпителия карася в со
леной воде 10 %о.
а — глубокая апикальная ямка хлоридной клетки, I сут; б — апикальная ямка
хлоридного комплекса, 7 сут; в — редукция поверхности респираторных клеток на
ламелле.
Рис. 59. Слизистые клетки в эпителии филаментов жабр карася в соленой воде
Ю %о, 1 сут.
б
клетки на поверхности эпигелия; в
выведение секрета.
Рис. 60. Хлоридные комплексы и хлоридные клетки в эпителии филаментов жабр
карася в соленой воде 10 %о.
а — комплекс, образованный зрелыми и дополнительными клетками, 5 сут; б, в —
плотные контакты между клетками комплекса; г — одиночная клетка, 7 сут.
Рис. 61. Изменения ультраструктуры хлоридных клеток жаберного эпителия карася
при остром кислотном стрессе, pH 3.8, 5 мин.
6 — набухание и лизис митохондрий и тубул ретикулума в «реактивных» клет-
ках; в — перинуклеарная зона цитоплазмы «неактивной» клетки.
Рис. 63. Действие закисленной (pH 3.8) дистиллированной воды на ультраструкту-
ру хлоридных клеток (а) и состояние межклеточных контактов (б—е) в жаберном
эпителии карася.
а — перинуклеарная зона, 5 мин; б, в — неспециализированные контакты (6 —
15 мин, в — 1 ч); г, д — плотные контакты (г — 1 ч, д — 3 ч); е —
неспециализированные контакты, 6 ч.
Рис. 64. Изменение ультраструктуры жабр карпа на 2-й фазе острого кислотного
стресса, pH 3.5.
дистальный участок жаберного эпителия лепестка; б — слизистая и респиратор-
ная клетки, 1 ч; в — поверхность эпителия филамента, 3 ч.
Рис. 65. Изменения ультраструктуры хлоридных клеток карася на 2-й фазе острого
кислотного стресса, pH 3.8, 3 ч.
а — перинуклеарная зона цитоплазмы; 6 — ламеллярное тельце; в — деструк-
турированные митохондрии.
Рис. 66. Деструктивные изменения в жабрах карася на 3-й фазе острого кислотного
стресса, 6 ч.
а — фрагмент жаберного лепестка; 6 — лимфоцит в эпителии филамента; в —
Ламеллярные тельца в перинуклеарной зоне клетки; г — лизис митохондрий и тубу-
лярного ретикулума.
Рис. 67 Действие Са2+ (40 мг/л) в кислой среде (pH 3.8) на ультраструктуру хло-
ридных клеток жабр карася, 3 с.
а — плотный контакт; 0 — неспециализированные соединения; в — апикальная
на клегки; г — перинуклеарная зона клетки.
рис. 68. Ранние изменения ультраструктуры хлоридных клеток пресноводных рыб
при длительном закислении среды, pH 4.0—4.5.
° карась, pH 4.5, 10 мин; 6 — окунь, pH 4.0, 10 мин; в — молодь сем-
ги, pH 5.5, 15 мин; г — карп, pH 5.0, 15 мин.
Рис. 70. Ультраструктур*'! (и, б) и проницаемость апикальных межклеточных соеди-
нений (в, г) в жаберном эпителии пресноводных рыб на ранних сроках действия
низкой кислотности (pH 5.0—5.5).
а — плотный контакт, карп, I ч; b — «терминальный замок», семга-пестрятка,
0.5 ч; в, г — локализация метки в межклеточных щелях, семга-пестрятка, 0.5
(стрелки показывают распределение метки в эпителии).
Рис. 71. Изменение ультраструктуры специализированных (и, б) и неспециализиро-
ванных («, г) межклеточных соединений в жаберном эпителии рыб на 1-й фазе адап-
тации к закислению воды, pH 5.0 (а, в, г) и pH 4.5 (б).
форель ручьевая, 9 ч; 6 — карп, 3 ч; в — семга-пестрятка, 9 ч;
форель ручьевая, 9 ч.
Рис. 72. Состояние межклеточных соединений в жаберном эпителии лососевых (а—
в) и карася (г) на 2-й фазе адаптации к закислению воды.
а — соединительный комплекс, непроницаемый для трассирующей метки, семга, pH
5.0, 2 сут; б — высокопроницаемый соединительный комплекс, семга, pH 5.0,
2 сут; в — «терминальный замок», семга, pH 5.0, I сут; г — «герминальный за-
мок», pH 4.5, 0.5 сут.
Рис. 73. Изменения ультраструктуры хлоридных клеток карася (и, д), форели (б) ft
семги (в, г) на 2-й фазе адаптации к закислению воды.
а — апикальная зона клетки, pH 4.5, 0.5 суг; б — апикальная зона, pH 5.0,
I сут; в — тубуло-везикулярная система, pH 5.0, 2 сут; г — ТВС, слияние вези-
кулы с плазмалеммой, pH 4.5, 2 суг; d — околоядерная зона, pH 4.5, 2 суг.
Рис. 74. Изменение организации ядерного аппарата (</, б) и ультраструктуры поверх
ности клеток (в, г) жаберного эпителия карповых рыб на 2-й фазе адаптации к
закислению воды, pH 4.5 (а, б, г) и pH 5.0 (в), 1 сут.
а — хлоридная клетка, карп; 6 — респираторная клетка, карп; в — респиратор-
ные клетки, лещ; г — слизистые клетки, карп.
рис. 76. Гипертрофия жаберных лепестков (а, б) и гиперсекреция слизи (в) у пре-
сноводных рыб на 3-й фазе адаптации к закислению среды.
а — карп, pH 4.5, 2 сут; б — лещ, pH 5.0, 4 сут; в — семга-пестрятка,
pH 5.5, 7 сут.
Рис. 77. Хлоридные комплексы в эпителии филаментов жабр форели, pH 5.0, 7 сут
(3-я фаза адаптации).
а — комплекс, образованный двумя зрелыми и одной дополнительной клеткой; б -
высокопроницаемый плотный контакт между клетками комплекса; в — поверхность
эпителия со сложными апикальными ямками комплексов.
Рис. 78. Локализация хлоридных клеток на респираторных ламеллах у рыб при
длительном закислении воды, pH 5.0—5.5.
— американский окунь, дистальная часть ламеллы, 10 сут; б — лещ, базальная
часть ламеллы, 7 сут; в — семга, участок жаберного лепестка, 9 сут.
Рис. 79. Ультраструктура хлоридных клеток (а, б) и активное выведение слизи («)
в жабрах рыб на 3-й фазе адаптации к кислотному воздействию, 5 сут.
а — общий вид клетки, карась, pH 5.0; 6 — апикальная поверхность клетки,
окунь, pH 4.5; в — дистальный участок филамента, семга-пестрятка, pH 5.5.
Рис. 80. Ультраструктура слизистых клеток (а, б) и апикального соединительного
комплекса (в) в жаберном эпителии семги-пестрятки на 3-й фазе адаптации к кис-
лотному воздействию, pH 5.0.
а — эпителий филамента, 4 суг; Ь — респираторный эпителий, 4 сут; в — «тер-
минальный замок» между хлоридной и респираторной клетками, 18 сут.
Рис. 81. Редукция рельефа поверхности {и, б) и ультраструктура (в, г) респиратор
ных клеток жаберного эпителия рыб на 3-й фазе адаптации к кислотному воздейсч
ВИН).
а — форель, pH 5.0, 5 сут; 6 — окунь европейский, pH 4.5, 7 суг;
окунь американский, pH 4.5, 10 сут.
^ис. 82. Нарушение микроструктуры жабр окуня из темноводных (б, в, с)) и светло-
водных (г) ацидных озер Карелии.
° нормальная структура жабр, pH 7.8; 6 — набухание ламелл, pH 4.6; в —
полное слияние ламелл, pH 4.5; г — частичное слияние ламелл, ipH 5.0; д —
разрастание, эпителиальной ткани (отмечено стрелкой), pH 5.1.
Рис. 83. Изменения гистоструктуры жаберных лепестков окуня из темноводных (б,
в, в) и светловодных (г, д) ацидных озер Вологодской обл.
а — нормальное строение лепестка, pH 7.5; б, г—е — гипертрофия, гиперплазия
и гиперемия лепестков, pH 4.6—4.8; в — слияние респираторных ламелл, pH 4.6.
Рис. 84. Хлоридные клетки (и, б) и хлоридные комплексы в эпителии филаменто
жабр окуня из ацидных озер северо-запада России, pH 4.6 (а—в), pH 4.8 (г).
Q» б — обилие хлоридных клеток на поверхности филаментов, Костромская обл.;
' — хлоридный комплекс, Карелия; г — сложная апикальная ямка комплекса, Воло-
годская обл.
Рис. 85. Хлоридные клетки и эпителии респираторных ламелл в жабрах окуня из
ацидных озер Карелии (ц), Вологодской (6) и Костромской (в) областей.
— участок респираторной ламеллы, pH 4.6; б, в — поверхность респираторных
ламелл (6 — pH 4.8, в — pH 5.0).
Рис. 86. Слизистые (а, в) и палочковые (6) клетки в эпителии филаментов жабр
окуня из ацидных озер Вологодской оОл.
в — темноводное озеро, pH 4.6; б — светловодное озеро, pH 4.8.
Рис. 87. Ультраструктура поверхности жабр окуней из ацидных озер Карелии (и,
в, г) и Костромской обл. (б).
Ь, в — темноводное озеро (а, b — pH 5.8, в — pH 4.6); г — светлоты
ное озеро, pH 4.6.
Рис. 88. Изменения ультраструктуры хлоридных клеток жаберного эпителия окуня
из темноводных ацидных озер Вологодской {и, б, в), Костромской (г) областей и
Карелии (д).
° — нейтральное озеро, pH 7.5; 6, в — pH 4.6; — pH 4.9; д — pH 5.0.
Рис. 89. Локализация лизосомоподобных структур в клетках жаберного эпителия
окуня из темноводных ацидных озер Вологодской обл.
6 — хлоридная клетка эпителия филамента (а — pH 4.8, б — pH 4.6);
— хлоридная клетка респираторного эпителия, pH 4.6; г — респираторная клет-
ка. pH 4.6.
Рис. 90. Ультраструктура межклеточных апикальных соединительных комплексов у
окуней из нейтральных (а) и ацидных (б—г) озер Вологодской обл. (а, б) и Каре-
лии (в, г).
а
плотный
<? — pH 4.6),
контакт, pH 7.5; б, г — «герминальный замок» (6 — pH 4.8,
темноводное озеро; в — «терминальный замок», pH 4.5, светловод-
ное озеро.
Рис. 91. Нарушение макроструктуры жабр (и, б) и гиперсекреция слизи (в) при
действии закисленной воды (pH 5.5) с высоким содержанием А1.
а — семга-пестрятка, А1 0.25 мг/л, 18 сут; б — окунь, А1 0.5 мг/л, 10 сут;
в — семга-пестрятка, AI 0.1 мг/л, 9 сут.
Рис. 92. Ультраструктура межклеточных соединений (с/, б) и темных хлоридных
клеток (в) в жаберном эпителии семги-пестрятки при действии закисленной воды
(pH 5.5) с высоким содержанием AI (0.25 мг/л).
° — неспециализированный контакт, расширение межклеточных щелей, 9 сут; 6 —
«герминальный замок», 18 суг; в — апикальная зона клетки, 18 сут.
Рис. 93. Нарушение ультраструктуры хлоридных клеток жабр семги-пестрятки из
закисленной воды (pH 5.5) с высоким содержанием А1 (0.25 мг/л), 18 сут.
а — участок цитоплазмы клетки из промежуточного слоя эпителия филамента; 0 —
мелкие электронно-плогные гранулы на поверхности клетки; в — тубуло-везикулярная
система; г — лизосомоподобная структура; д — хлоридная клетка на поверхности
эпителия.
Рис. 94. Нарушения общего строения и ультраструктуры жабр окуня при действии
закисленной воды (pH 5.5) с различным содержанием Be, 4 сут.
— участок филамента, Be 0; б — участок жаберного лепестка, Be 10 мкг/л;
— слияние респираторных ламелл, Be 50 мкг/л; г — полное слияние жаберных
лепестков, Be 100 мкг/л.
Рис. 95. Нарушения структуры жабр окуня при действии закисленной воды (pH
4.5) с высоким содержанием Be, 4 сут.
а — средний участок лепестка, Be 50 мкг/л; б — афферентная зона филамента,
Be 100 мкг/л; в — общий вид жабр, Be 150 мкг/л.
Рис. 96. Нарушение структуры жабр плотвы при действии закисленной воды с вы-
соким содержанием Be, 4 сут.
а — pH 5.5, Be 150 мкг/л; Ь — pH 4.5, Be 100 мкг/л; в — pH 4.5, Be
150 мкг/л.
Рис. 97. Изменение общего строения и ультраструктуры жабр американского окуня
при длительном действии закисленной воды с различным содержанием Be, 30 сут.
а—в — pH 5.5, Be 6.25 мкг/л; — pH 4.5, Be 6.25 мкг/л; д — pH 5.5,
Be 25 мкг/л; — pH 4.5, Be 25 мкг/л.
Рис. 98. Ультраструктура клеток жаберного эпителия американского окуня при дли-
тельном действии закисленной воды, содержащей Be (6.25 мкг/л), 30 сут.
а — слизистая клетка, pH 5.5; б — палочковая клетка, pH 5.5; в — темная
хлоридная клетка, pH 4.5; г — околоядерная зона зрелой хлоридной клетки, pH
4.5.
Рис. 99. Изменение ультраструктуры жаберного эпителия и эпителиальных клеток
американского окуня при длительном действии закисленной среды, содержащей Be
(25 мкг/л).
а — средний участок жаберного лепестка, pH 5.5, 15 суг; б — участок хлорид-
ной клетки, pH 4.5, 15 сут; в — участок хлоридной клетки, pH 5.5, 5 суг;
г — вершина филамента, pH 4.5, 5 сут; д — респираторная клетка, pH 4.5,
30 сут.
Рис. 100. Жаберные лепестки 1-й жаберной дуги американского окуня в нейтраль-
ной (а), закисленной (б) и закисленной воде, содержащей Be в концентрации
6.25 мкг/л (в), 6 сут.
а — pH 7.0; б — pH 4.5; в — pH 4.5+Ве.
Рис. 101. Нарушение строения жаберных лепестков тиляпии при длительном дейст-
вии Cd2+ (5 мг/л).
в — дистальные участки филаментов (а — 0.5 мес, в — 2 мес); 6 — сред-
ние участки филаментов, 0.5 мес.
Рис. 102. Изменения строения жаберных лепестков тиляпии при длительном дейст-
вии Cd2+ (5 мг/л).
а — скручивание ламелл, 0.5 мес; 6 — вздутие ламелл, деструкция эпителия,
2 мес; в — гиперемия, деструкция эпителия, 2 мес; г — столбики» слипшихся
эритроцитов в капилляре.
Рис. 105. Нарушение ультраструктуры хлоридных клеток жаберного эпителия тиля-
пии при длительном действии Cd2 + (5 мг/л).
а — дегенерирующая клетка, 0.5 мес; б — общий вид зрелой клетки, I мес;
в — перинуклеарная зона цитоплазмы, I мес; г — тубуло-везикулярная система,
1.5 мес; д — лизосомы в перинуклеарной зоне клетки, 1 мес; е — аутофагосо-
мы, 2 мес. Одна стрелка — первичная лизосома, две стрелки — вторичная лизо-
----- сома.
Рис. 106. Изменения ультраструктуры респираторных клеток при длительном дейст-
вии Cd2 + (5 мг/л).
а — респираторная клетка из эпигелия филамента, 2 мес; б — респираторная клет-
ка из ламеллярного эпителия, 1.5 мес; в — аутофагосома, 1.5 мес; г — поверхно-
стный рельеф, 2 мес.
Рис. 107. Деструкция жаберных лепестков карася при действии ПХП.
а — средний участок лепестка, ПХП 0.1 мг/л, 1 ч; б — общий вид лепестков.
ПХП 0.2 мг/л, 10 ч; в — неспециализированные межклеточные соединения в жаберном
эпителии, ПХП 0.2 мг/л, 10 ч; г — плотный контакт между хлоридной и респираторной
клетками, ПХП 0.1 мг/л, 6 ч.
Рис. 108. Ультраструктура хлоридных клеток жаберного эпителия карася при дейст-
вии ПХП (а, б) и общий вид жаберных лепестков карася при действии ГХЦГ
(в, г).
а — ПХП 0.1 мг/л, I ч; б — ПХП 0.2 мг/л, 6 ч; в — ГХЦГ 8 мг/л,
3 ч; г — ГХЦГ 8 мг/л, 6 ч.
Рис. 109. Изменение ультраструктуры жабр угря при действии фосдрина (0.5 мг/л).
а — участок жаберного лепестка, 1 сут; б — поверхность эпителия филамента, 1 сут;
в — перинуклеарная эона цитоплазмы хлоридной клетки, 12 ч; г — поверхность респи-
раторной клетки, 4 сут.
Рис. ПО. Общее строение жаберных лепестков (а, г) и ультраструктура поверхно-
сти жабр (б, в) тиляпии при действии ДДВФ, 0.46 мг/л.
г — дистальные участки лепестков (а — 0.5 мес, г — 1.5 мес); б, в —
поверхность эпителия филамента (6 — 0.5 мес, в — 2 мес).
Рис. 111. Изменение ультраструктуры хлоридных клеток тиляпии при действии
ДДВФ.
б — зрелые хлоридные клетки (а — 0.5 мес, б — 1.5 мес); в, г — тем-
ные хлоридные клетки (в — 0.5 мес, г — 2 мес).
умножение числа гомологичных жабр до 150 пар, то у Craniata про-
грессивные изменения идут по пути олигомеризации исследуемого
аппарата (Догель, 1954). Поскольку в центре нашего внимания на-
ходится эволюция жабр позвоночных, остановимся более подробно
именно на этом процессе.
Принцип олигомеризации органов, открытый В. А. До-
гелем (1954), противоположен принципу полимеризации и состоит в
уменьшении числа гомологичных и гомодинамных (равных по фун-
кции) органов по мере перехода от примитивных предков к более
специализированным потомкам. Филогения жаберного аппарата низ-
ших позвоночных (Cyclostomata, Pisces, Amphibia) служит прекрас-
ным подтверждением прогрессивной эволюции функций органов, до-
стигнутой в результате глубокого морфофункционального объедине-
ния однородных элементов системы.
Рассматривая эволюцию Cyclostomata, В. А. Догель (1954) отме-
чал примитивизм строения жаберного аппарата как у древних круг-
лоротых, так и у современных представителей миксин и миног. Один
из четких признаков его — значительное количество жаберных
мешков, открывающихся наружу особыми отверстиями — жаберны-
ми щелями, а у наименее развитых пиявкоротых миксин (Eptatretus)
еще и внутрь, непосредственно в глотку. Дыхательная система Cyc-
lostomata количественно нестабильна, и число жаберных мешков
варьирует не только у разных подклассов и отрядов, но и в пределах
одного семейства.
У палеозойских Cephalaspides число жаберных мешков варьиро-
вало от 10 до 15 пар. Для современных круглоротых этот показатель
у более примитивных миксин примерно тот же — 6—15 пар, но уже
у более прогрессивных в эволюционном отношении миног количество
жабр строго фиксировано (7). Вероятно, в пределах подкласса мик-
син эволюция шла по пути сокращения числа жаберных мешков от
максимального (15) до минимального (6) значения, а миноги, пред-
ставляющие собой боковую линию, сохранили константное промежу-
точное число органов (Догель, 1954).
Уменьшение числа гомологичных жабр, характерное для кругло-
ротых, прогрессирует у рыб начиная с пластиножаберных. У ископа-
емых и древнейших из современных акул число жаберных мешков
равно 6—7, тогда как у высших представителей подкласса Elasmo-
branchii оно не превышает 5. У хрящевых ганоидов и костистых рыб
при множественной эмбриональной закладке число жабр в процессе
эмбриогенеза сокращается до 4—4.5. Зарастание жаберных щелей в
филогенезе Teleostei ведет к уменьшению количества жабр до 3.5 у
Polypterus, 3 — у Tetraodon или 2.5 пар — у Ogcocephalus. Олиго-
меризации подвергается и жаберный аппарат амфибий, у которых
число жаберных дуг сокращается до 1 пары, или эти структуры вы-
являются только в личиночном состоянии (Догель, 1954). Следова-
тельно, в филогенетическом ряду олигомеризация жабр у низших по-
звоночных, состоящая в ступенчатом уменьшении числа жаберных
мешков, продолжается настолько, насколько позволяет билатераль-
ная симметрия — до одной пары гомологичных органов.
И В. Е. Матей
161
Таким образом, в процессе эволюции жаберного аппарата водных
животных важную роль играет уменьшение числа жаберных мешков,
или пластин, в результате чего система становится олигомерной.
Следствием этого является морфологическая и физиологическая кон-
центрация функций. Это делает орган не только компактным, но и
экономичным и может рассматриваться как одна из причин диффе-
ренциация системы. Последняя прямо связана с таким важным по
ложением эволюции органов, как смена функций, в основе которой
также лежит принцип полифункциональности.
Принцип смены функций состоит в возможности пере-
стройки системы без снижения ее полифункциональности (Дорн,
1937). Смена функций жаберного аппарата в процессе филогенети-
ческого развития позвоночных продемонстрирована А. Н. Северцо
вым (1939) и А. С. Северцовым (1981). У предков Gnathostomata
жабры содержали не менее 11 пар жаберных дуг. В процессе ста-
новления челюстноротых (акул) — от низших семижаберных к
высшим пятижаберным — произошла принципиальная перестройка
жаберного аппарата. Две первые дуги редуцировались, 3-я преобра-
зовалась в челюсти, 4-я в подъязычную дугу, 5—9-я остались носи-
телями парных жаберных пластинок, из двух задних пар жаберных
мешков развились первые зачатки плавательного пузыря — верхнего
и нижнего. Таким образом, 3-я и в определенной мере 4-я жаберная
дуги, ранее обеспечивающие дыхание, сменив назначение, вклю-
чились в реализацию функций питания, а 10-я и 11-я приняли
участие в образовании гидростатического аппарата, позволяющего
рыбе пребывать на любой глубине. Этот пример смены функций
имеет глубокий физиологический смысл и демонстрирует интенси-
фикацию не главных (дыхательной, ионрегулирующей), а второсте-
пенных функций органа, локализующихся на том же морфологиче-
ском субстрате.
Принцип смены функций — один из наиболее широко распрост-
раненных типов изменений органов в процессе филогенеза (Уголев.
1989). Он логически связан с принципом компенсации фун-
кций, обоснованным В. А. Догелем (1954). Уменьшение числа жа-
берных дуг в процессе эволюции круглоротых и рыб по сравнению с
предковыми формами и смена функций некоторых из них не умень-
шает постоянного уровня газообмена. Это может служить доказа-
тельством интенсификации и компенсации функций за счет остав-
шихся элементов системы (Уголев, 1989).
Итак, в процессе эволюции жаберный аппарат подвергается оли-
гомеризации, и часть его переключается на выполнение побочных
функций. За счет чего в таком случае поддерживается высокий уро-
вень обмена газов и ионов в жабрах, повышается устойчивость фи-
зиологической системы в целом? Одно из главных условий этого —
полимеризация функциональных единиц, обеспечиваю-
щих повышение надежности и точности работы органа (Наточин,
1984).
В. процессе эволюции водных животных этот принцип, дополня-
ющий принцип олигомеризации, четко соблюдается. У высших и
162
низших ракообразных, предков круглоротых и рыб, у современных
миксин жабры представляют гладкостенные мешки. У миног и рыб
жаберные мешки дифференцируются на субъединицы последова-
тельно уменьшающихся порядков. Прежде всего жабра делится на
проксимальный отдел — жаберную дугу и дистальный отдел — жа-
берную пластинку. Каждая пластинка образована двумя полужабра-
ми. Последние в свою очередь дифференцируются на многочислен-
ные, имеющие сложное строение жаберные лепестки — главные
структурно-функциональные единицы органа. Многократное рассе-
чение первоначального небольшого объема органа создает перистость
строения жабр, отмеченную еще Догелем (1954). Это может тракто-
ваться как признак ароморфоза, характеризующегося дифференци-
ровкой и интенсификацией функции жабр, носящего общий характер
и не представляющего приспособления к особенностям окружающей
среды (Северцов, 1939).
В то же время в морфофункциональной организации жаберного
аппарата низших позвоночных имеет место и идиоадаптация, соот-
ветствующая определенным требованиям внешней среды. Так, в
классе Teleostei количество и линейные размеры жаберных лепест-
ков, определяющие величину общей диффузионной поверхности ор-
гана, коррелируют с экологическими характеристиками рыб — ок-
сифильностью и двигательной активностью (Кляшторин, 1982; Hug-
hes, 1984; Матей, 1990а). У оксифильных активных пелагических
лососевых количество и размеры жаберных лепестков в 2 раза пре-
вышают таковые у малоподвижных с низкой кислородной чувстви-
тельностью карповых рыб (Матей, 1990а).
Кроме того, у Osteichthyes впервые в филогенезе водных живо-
тных формируется специализированная опорная структура — жа-
берная дуга, несущая жаберные пластинки. Она гораздо более совер-
шенна в эволюционном плане, чем тонкая стенка- глоточного мешка
круглоротых или поддерживающая жаберные пластинки межжабер-
ная перегородка у пластиножаберных и хрящевых рыб. У Teleostei
значительная редукция межжаберной перегородки и прикрепление
лепестков непосредственно к жаберной дуге оставляют их свободны-
ми в отличие от Cyclostomata, Elasmobranchii и Chondrostei (Hughes,
1984). В сочетании с многократным разделением жаберных пласти-
нок на лепестки это способствует значительному увеличению общей
диффузионной поверхности органа и рассматривается как одна из
кардинальных предпосылок для повышения интенсивности основных
функций жабр.
8.2, Принципы эволюции функциональных единиц
и пути специализации ионтранспортирующих клеток
жаберного эпителия
Жаберный лепесток — основной морфологический и функцио-
нальный компонент жабр. Изучение его структуры и функции по-
зволило обосновать ряд принципов, положенных в основу теории раз-
вития этой элементарной единицы органа.
н*
163
Усиление дифференциации элементов заключается r
выделении крупных, структурно и функционально различных отде-
лов жаберного лепестка — филамента (первичной ламеллы) и респи-
раторных (вторичных) ламелл. В первом осуществляется обмен
ионов, во втором — основной газообмен. Морфологическим базисом
этих процессов служит эпителий, который в соответствии с выпол-
няемыми функциями делится на «осморегуляторный», покрывающий
филаменты, и «дыхательный», или эпителий респираторных ламелл
(см. гл. 3.1 и 3.2). Специализация настолько высока, что у рыб впер-
вые в филогенетическом ряду каждый тип эпителия снабжается
кровью из различных отделов кровеносной системы: осморегулятор-
ный — из артерио-венозного, респираторный — из артерио-артери-
ального. Различен и клеточный состав эпителия филамента и респи -
раторных ламелл: последний образован 2 типами клеток, тогда как
первый — шестью (Матей, 1990а). Недифференцированные элемен-
ты респираторного эпителия в отличие от таковых осморегуляторно-
го не обладают способностью к делению.
Анализ ультраструктуры эпителия жаберных лепестков кости-
стых рыб в отличие от хрящевых позволяет выявить еще более тон-
кие градации дифференциации уже на уровне морфофункциональ-
ных отделов. Так, в эпителии филамента отчетливо выделяется аф-
ферентная зона, прилежащая к афферентной артерии и связанная,
благодаря концентрации в ней специализированных ионтранспорти-
рующих клеток, с процессами ионной и осмотической регуляции.
Эфферентная зона, которая включает только респираторные и неко-
торое количество слизистых клеток, не может быть субстратом для
осуществления процессов ионного транспорта, но именно здесь в эпи-
телии филамента локализуются механизмы газообмена.
Усиление дифференциации функциональных единиц сочетается
с явлением субституции функций на уровне структурно-функ-
циональных отделов жабр. Это наглядно прослеживается при функ-
циональных нагрузках. Если при содержании в обычной воде обмен
ионов у костистых рыб происходит в эпителии филамента жабр, то
изменение ионного состава среды (низкая минерализация, закисле-
ние, загрязнение токсическими веществами) влечет за собой переме-
щение основного объема этих процессов в респираторный эпителий,
в норме являющийся морфологическим субстратом для газообмена.
Выполнение вторичным отделом эпителия жабр несвойственных ему
функций связано с качественным изменением его клеточного соста-
ва, вызванным насыщением его ионтранспортирующими хлоридны-
ми клетками (Evans, 1987; Матей, 1990а; Laurent, Perry, 1991).
В эволюции функциональных единиц значительную роль играет
и специализация зон клеточных контактов. Впервые в
ходе эволюции у некоторых беспозвоночных (моллюски, ракообраз-
ные) и низших позвоночных они выполняют двойную функцию, яв-
ляясь не только интегративными, но и изолирующими структурами
(Sardet et al., 1979; Снигиревская, Комиссарчик, 1980; Laurent, 1984;
Наточин, 1984). Появление каждого нового типа межклеточных со-
единений, щелевых и септированных у беспозвоночных, плотных —
164
у круглоротых и рыб, служит важной вехой в эволюции функций
органа и ткани. Принципиально новая черта организации жаберного
эпителия — появление так называемых соединительных комплек-
сов, представляющих собой сочетание контактов нескольких типов,
впервые отмечена у моллюсков (Снигиревская, Комиссарчик, 1980).
В жабрах круглоротых и рыб соединительные комплексы не только
обеспечили более надежные поливариантные отношения между ком-
понентами структурно-функциональных единиц жабр, но и, связав
отдельные элементы в единую систему, обусловили компартмента-
лизацию тканей. Изолирующие (барьерные) свойства соединитель-
ных межклеточных комплексов, определяемые главным образом
структурой плотных контактов, позволили отграничить внутреннюю
среду от внешней. Это сыграло решающую роль в становлении пре-
сноводной фауны, необходимым условием существования которой
является непроницаемость тканей жаберного эпителия для ионов
(Maetz, 1971; Sardet et al., 1979; Наточин, 1984; Виноградов, 1990).
Специализация зон клеточных контактов делает возможным рез-
кое увеличение проницаемости жаберного эпителия эвригалинных
рыб при смене сред обитания от пресной к соленой. Избирательное
изменение структуры плотных контактов, связывающих зрелые хло-
ридные и дополнительные клетки, преобразование их в высокопро-
ницаемые соединения обеспечивает постоянное выведение избытка
ионов из организма рыб (Erlij, Martinez-Palomo, 1978; Sardet et aL,
1979; Kawahara et al., 1982; Evans, 1984b; Karnaky et al., 1985). Та-
ким образом выполняется основной принцип, лежащий в основе жиз-
ни рыб в условиях гипертонической среды. Регуляция проницаемости
эпителиальных тканей за счет изменения барьерных свойств плот-
ных контактов прослеживается и на более высоких ступенях эволю-
ции — в желчном пузыре амфибий, в кишечнике млекопитающих и
может рассматриваться как универсальное свойство ионтранспорти-
рующих эпителиев (Madera, 1988).
Дифференциация жаберных лепестков, специализация зон кле-
точных контактов способствуют выполнению одного из главных ус-
ловий эволюции на органном, тканевом и клеточном уровнях — ин-
тенсификации работы функциональных единиц. В филогенезе вод-
ных животных это приводит к повышению уровня основных функций
жабр — дыхания и обмена ионов.
Эволюция функций жабр гидробионтов на органном и тканевом
уровнях не может быть представлена в полном объеме без рассмот-
рения путей специализации клеток жаберного эпите-
лия. Имеющиеся в настоящее время морфологические и биохимиче-
ские данные позволяют определить, за счет каких структурных пе-
рестроек достигается интенсификация деятельности всего органа в
целом, его функциональных единиц — жаберных лепестков и субъ-
единиц последних — клеток различных типов.
Убедительные доказательства зависимости интенсификации дея-
тельности жабр и их функциональных единиц от степени специали-
зации клетки получены при изучении структуры ионтранспортиру-
ющих клеток эпителия жабр. Одну из главных характеризующих их
165
черт — увеличение количества органоидов, связанных с процессами
ионного транспорта, можно трактовать в терминах, принятых в эво-
люционной морфологии, как «полимеризацию» (Наточин, 1984).
Транспорт ионов в специализированных клетках возможен толь-
ко при гидролизе АТФ, за счет которого поддерживается высокий
уровень энергетических процессов, необходимых для переноса ионов
против градиента концентрации, и в присутствии АТФазного комп-
лекса, представляющего собой молекулярную основу ионного насоса.
Универсальный источник энергии в клетке — митохондрии, в кото-
рых в процессе аэробного окислительного обмена образуется АТФ, а
в качестве носителей АТФазы, обеспечивающих активный транспорт
ионов, выступают базолатеральные клеточные мембраны (Conte,
1969; Berridge, Oschman, 1972; Karnaky etal., 1976a, 1976b; Philpott,
1980; Sardet, 1980; Laurent, 1984; Fliketal., 1985). Этим объясняются
высокая концентрация митохондрий в хлоридных клетках жабр и
чрезвычайное развитие в них системы тубулярного ретикулума, мем-
браны которого являются продолжением базолатеральных плазма-
лемм (см. гл. 3.1.2).
«Полимеризация» органоидов присуща ионтранспортирующим
клеткам животных, стоящих на различных уровнях организации.
Принципиальное сходство обнаруживает структура специализиро-
ванных клеток, ответственных за активный транспорт ионов, в жаб-
рах ракообразных (Conte, 1969), круглоротых (Nakao, 1977) и рыб
(Berridge, Oschman, 1972; Laurent, 1984; Матей, 1986а, 1990а). Впер-
вые в филогенезе многоклеточных концентрация митохондрий и раз-
витие тубулярного ретикулума выявляются в первичночувствующих
клетках эпителия губ примитивных Metazoa — гребневиков (Ароно-
ва, 1987). Несмотря на то что в настоящее время нет данных об уча-
стии этих клеток в процессах ионной регуляции, подобие их струк-
туры и структуры типичных ионтранспортирующих клеток делает
возможным предположение и о сходстве их функций.
«Полимеризация» митохондрий и элементов тубулярной сети уси-
ливается в ходе эволюции: у круглоротых и рыб она выражена в
большей степени, чем у ракообразных (Conte, 1969; Berridge, Osch-
man, 1972; Laurent, 1984; Матей, 1986a, 1990a). Сравнительный ана-
лиз ультраструктуры ионтранспортирующих клеток показывает, что
степень их насыщенности органоидами, связанными с активным
транспортом ионов, у костистых рыб выше, чем у пластиножаберных
и хрящевых (Laurent, 1984).
Принцип «полимеризации» органоидов хлоридных клеток спра-
ведлив и для фенотипических адаптаций, в которые вовлечена сис-
тема водно-солевого обмена. При адаптации рыб к гипертонической
среде, изменению значений pH воды, различного рода загрязните-
лям, т. е. факторам, требующим усиленной работы ионообменных
механизмов, в хлоридных клетках увеличивается активность сукци-
натдегидрогеназы, прямо связанной с синтезом АТФ, и активность
АТФазного комплекса (Shirai, 1972; Karnaky et al., 1976a; Матей,
Мальгина, 1979; Philpott, 1980; Матей, Комов, 1983; Evans, 1987;
Battram et al., 1989; Goss et al., 1992). Этому способствует развитие
166
морфологического базиса — увеличение числа митохондрий, возра-
стание протяженности мембран тубулярного ретикулума. Таким об-
разом, увеличение суммарной активности ионообменной функции
жабр становится возможным благодаря возрастанию общего числа
элементарных функциональных субъединиц клетки.
Важный признак, характеризующий эволюцию функций жабр
на клеточном уровне, — дифференциация и специализа-
ция плазматических мембран ионтранспортирующих
клеток. Существует четкое различие между структурой и функ-
цией апикального и базолатерального участков клеточных мембран
(см. гл. 3.1.2). Оно, собственно, и обусловливает полярность клетки,
необходимую для направленного транспорта ионов против градиента
концентрации между внутренней и внешней средой (Наточин, 1984).
Возникновение такой асимметричной клетки — важная веха в эво-
люции водно-солевого обмена и формировании специализированных
эффекторных органов систем ионной и осмотической регуляции.
Локализация Na- и Са-зависимых каналов в апикальном, а насо-
сов — в базолатеральном участках плазмалеммы обеспечивает эф-
фективный поток ионов, направление которого обусловлено солено-
стью внешней среды. Интенсивность этих процессов очень высока. У
пресноводных рыб необходимый уровень поглощения ионов из внеш-
ней среды поддерживается хлоридными клетками, составляющими
всего 4—7 % от общего числа эпителиальных клеток (Матей, 1986а;
Battram et al., 1989). Схема дифференциации и специализации мем-
бран транспортирующих клеток универсальна. Она характеризует
специализированные клетки различных ионтранспортирующих орга-
нов — от самых примитивных многоклеточных до высших позвоноч-
ных (Наточин, 1984; Уголев, 1989).
Специализация наружных мембран ионтранспортирующих
клеток дополняется дифференциацией внутриклеточ-
ных мембранных систем. В хлоридных клетках жабр кости-
стых рыб существуют 3 морфологически и функционально отличные
друг от друга мембранные системы (гранулярный эндоплазматиче-
ский ретикулум, тубулярная сеть, тубуло-везикулярная система).
Первые две присущи ионтранспортирующим клеткам осморегулятор-
ных тканей и органов на всех этапах развития Metazoa, а последняя
в процессе эволюции появляется у круглоротых и рыб. Окончатель-
ная морфологическая дифференциация мембранных систем способ-
ствует и полному разделению их функций (Pisam, 1981; Pisam et al.,
1983). За счет этого повышается интенсивность обменных процессов
в хлоридных клетках и, как следствие, общая функциональная ак-
тивность органа.
Специализация клеток, осуществляющих обмен дыхательных га-
зов в жабрах рыб, идет путем совершенствования строения апикаль-
ного участка плазмалеммы (Матей, 1990а). Чрезвычайное усложне-
ние рельефа поверхности респираторных клеток рыб, и в особенности
Teleostei, по сравнению с другими гидробионтами служит основой
для многократного увеличения площади обмена газов и способствует
повышению интенсивности функций дыхания.
167
8,3. Принципы эволюции функциональной системы
Постоянство состава внутренней среды организма, которое, по
К. Бернару (Bernard, 1878, — цит. по: Гинецинский, 1964), является
основой свободной жизни, у водных животных осуществляется сис-
темой водно-солевого равновесия. Как любая функциональная сис-
тема, она включает афферентные (волюмо- и осморецепторы, ион-
ные рецепторы, нотицепторы) и эфферентные компоненты (жабры,
почки, кишечник, мочевой пузырь). У пластиножаберных в состав
последних входит и ректальная железа. Связь между элементами си-
стемы происходит нервным и гуморальным путями.
Один из ключевых принципов эволюции системы водно-солевого
равновесия — повышение степени гомеостатировани я.
Высокая степень гомеостатирования внутренней среды, достигнутая
у низших позвоночных, определяется эффективностью регуляции
концентрации ионов и осмотически активных веществ в жидкостях
организма. Стабильность состава внутренней среды поддерживается
путем согласованного функционирования всех компонентов гоме-
остатической системы — афферентных и эфферентных. Не распола-
гая данными об эволюции рецепторных аппаратов этой системы у
гидробионтов, рассмотрим сопряженную эволюцию эффекторных ор-
ганов, которая лучше всего прослежена у низших позвоночных.
Высокая степень гомеостатирования внутренней среды организма
у круглоротых и рыб определяется тем, что у них впервые в эво-
люции многоклеточных происходит расширение круга эффекторных
органов системы водно-солевого обмена. Помимо жаберного в него
включаются эпителии других типов — кожный, кишечный, мо-
чевого пузыря и новые органы — почка и ректальная железа (у
акул).
Известно, что предки современных хордовых в эпоху палеозоя
мигрировали из океана в эстуарии, соленость которых составляла ме-
нее 5—8 %о, т. е. была ниже «критической» (Гинецинский, 1961,
1964). Так как кровь древних обитателей таких вод была изотонична
среде, им угрожала реальная опасность гипергидратации. Вероятно,
именно в это время произошло резкое снижение проницаемости жа-
берного эпителия, связанное с преобразованием ультраструктуры
апикальных соединительных межклеточных комплексов. Этот меха-
низм, который рассматривается как универсальная адаптация к
пресноводному образу жизни, прослеживается в дальнейшем в ана-
логичных ситуациях на всех этапах филогенеза Osteichthyes. Парал-
лельно с установлением минимальной проницаемости плотных
контактов шло совершенствование строения жабр. Они дифференци-
ровались на более мелкие структурно-функциональные единицы,
происходила компартментализация тканей, специализировались
структуры ионтранспортирующих клеток. Совокупность этих про-
цессов обусловила развитие в жабрах Na- и С1-транспортирующих
механизмов, обладающих высоким сродством к этим ионам при со-
ответствующей низкой проницаемости органа (Battram et al., 1989;
Виноградов, 1990; Goss et al., 1992).
168
Считалось, что на этом этапе благодаря появлению почки, снаб-
женной для максимально эффективного удаления воды специальным
фильтрующим аппаратом — гломерулой, происходит истинная адап-
тация низших позвоночных к пресной воде (Smith, 1953; Гинецин-
ский, 1961, 1964). Однако позже было установлено, что гломерулы
сформировались не у пресноводных рыб, а раньше — еще в морской
период жизни водных животных. Доказательством этого было их
присутствие в почке миксин — единственной группы низших позво-
ночных, никогда не обитавших в пресных водах (Наточин, 1984).
Появление гломерулярного нефрона, очевидно, может рассматри-
ваться как морфологическая основа адаптации низших позвоночных
к гипертонической среде. Это хорошо согласуется с данными о том,
что впервые Na+/H+- , NaVNHJ- и СГ/НСО^-обмены возникают у
морских, а не у пресноводных организмов (Evans, 1975, 1977, 1984а;
Evans, Cameron, 1986). Одна из концепций, призванных объяснить
данный феномен, состоит в том, что это — генетическая «память» о
пресноводном периоде жизни предков (Evans, 1984а, 1984b). Такое
предположение справедливо, если первичная функция жабр состоит
в регуляции содержания Na+/Cl_ в организме. Однако Д. Эванс, ав-
тор первой гипотезы, предлагает и альтернативный вариант. Он за-
ключается в том, что механизм минерального обмена в жабрах вто-
ричен, а основными процессами в них являются кислотно-щелочная
регуляция и тесно связанное с ней выведение продуктов азотистого
обмена. Согласно второй гипотезе Эванса, именно эти механизмы
служат основой для дальнейшей эволюции данной функциональной
системы. Предпосылки для такого заключения были получены вна-
чале при изучении ионообменных механизмов в жабрах миксин, а
затем получили дополнительное подтверждение и в физиологических
исследованиях на пресноводных рыбах (Виноградов, 1988, 1990; Goss
et al., 1992). В определенной мере гипотеза о том, что поддержание
кислотно-щелочного баланса представляет собой наиболее древний
регуляторный механизм, коррелирует и с результатами наших мор-
фологических исследований адаптации стеногалинных пресноводных
рыб к гипертонической среде и снижению уровня pH воды (Матей,
Харазова, 1983; Матей, 19876, 1990а).
Таким образом, используя морфофункциональный подход, можно
сделать заключение о том, что в пресной воде эволюция низших по-
звоночных была прямо связана с функциональной и структурной
эволюцией эфферентных звеньев систем ионной и осмотической ре-
гуляции. Равновесие со средой у древних пресноводных рыб обеспе-
чивалось за счет согласованного функционирования жабр и гломеру-
лярных почек.
Адаптация предков современных рыб к гипертонической среде
шла другим путем. В конце силура, отмеченном мощными геологи-
ческими потрясениями, произошла первая обратная морская мигра-
ция позвоночных. В результате этого у одной ветви — древних акул
появилось новое приспособление, новый эффекторной орган системы
водно-солевого обмена — ректальная железа. Благодаря ее деятель-
ности концентрация натрия в крови повышалась, что наряду с рабо-
169
той почек, реабсорбирующих мочевину, и жабр позволило этим жи-
вотным сохранить кровь гипертоничной по отношению к среде оби-
тания, подобно тому как это произошло у их пресноводных предков.
Этот уникальный по своей сути механизм в неизменном виде сохра-
нился и у современных эласмобранхий, наиболее близких к древней-
шим рыбам (Гамбарян, 1990).
Вторая миграция рыб в морские воды, вызванная пересыханием
пресных водоемов, произошла в конце девона. Она привела к обра-
зованию мезозойских Teleostei, у которых в отличие от древних акул
кровь осталась гипотоничной по отношению к новой среде. Впервые
в ходе эволюции перед этими рыбами встала проблема борьбы с де-
гидратацией. Стратегия ее была описана Гинецинским (1961, 1964)
и Наточиным (1976, 1984). Постоянное поглощение морской воды
привело к преобразованию структуры жаберного эпителия. В нем
чрезвычайно развилась популяция специализированных ионтранс-
портирующих клеток, работающих как опреснители и постоянно экс-
кретирующих Na+ и СГ Специализация зон клеточных контактов
шла по пути максимального повышения проницаемости и обеспечила
непрерывное выведение солей из организма рыб через жабры. Неко-
торое количество ионтранспортирующих клеток локализовалось на
поверхности кожи, внутренней стороне жаберной крышки, в слизи-
стой рта. В процессы минеральной регуляции включился кишечник,
через который происходило выведение кальция и магния. Преобра-
зующаяся в результате этого деминерализованная пресная вода
уменьшала дегидратационные потери. Трансформация почки пошла
по пути редукции гломерул, носящей функциональный характер
(Наточин, 1984). Этот механизм полностью сохранился у современ-
ных морских рыб.
Рассмотрение путей сопряженного развития жабр и почек низших
позвоночных как элементов системы водно-солевого равновесия вы-
явило основное направление эволюции этих органов — достижение
максимально точного и четкого поддержания постоянства состава
внутренней среды организма. Взаимодействие всех элементов систе-
мы, поддержание многообразных связей между афферентными и эф-
ферентными органами возможно лишь при наличии хорошо отла-
женных координирующих механизмов. «Регуляция работы эфферен-
тных органов достигается путем воздействия на них эфферентных
нервов и все возрастающего количества гуморальных факторов» (На-
точин, 1984, с. 3).
Усложнение регуляции со стороны нервной систе-
мы у гидробионтов хорошо прослеживается. Достаточно сравнить
системы иннервации жабр у представителей высших беспозвоноч-
ных — Crustacea (Wiersma, 1961; Beltz, Kravitz, 1986) и рыб (Nils-
son, 1984). Если у первых основные процессы нервного контроля нс
централизованы и осуществляются за счет 3 пар нервов, отходящих
от каждой пары торакальных ганглиев к каждому жаберному мешку,
го жабры костистых рыб получают централизованную иннервацию
и регулируются тремя парами центробежных нервов, причем специ-
ализация последних по отношению к каждой жаберной дуге очень
170
высока (см. гл. 2.3). У рыб расширяется круг рецепторов, локализо-
ванных в жабрах, уточняется их специализация (Nilsson, 1984), что
также рассматривается как свидетельство прогрессивных преобразо-
ваний органа.
Увеличение количества регуляторных факторов
гуморальной природы связано с совершенствованием структу-
ры и функции всех компонентов нейроэндокринной системы —
ГГНС и периферических эндокринных желез, расширением круга
последних, появлением новых гормональных факторов, контролиру-
ющих поддержание постоянства состава внутренней среды.
В филогенезе низших позвоночных более совершенными стано-
вятся формы нейросекреторных контактов и структура гипофиза;
увеличивается число гипоталамических центров (Поленов, 1968; Ба-
ранникова, 1975). Если у Cyclostomata, Elasmobranchii и Chondrostei
они представлены единственным преоптическим ядром, то у наибо-
лее молодой в эволюционном отношении группы рыб — Teleostei
формируется новый нейросекреторный центр — латеральное ядро се-
рого бугра (Поленов, 1968; Баранникова, 1975). Соответственно рас-
ширяется спектр нейрогормонов, образующихся в нейросекреторных
клетках гипоталамуса и затем поступающих в нейрогипофиз. Наряду
с аргинин-вазотоцином (АВТ), синтезируемым гипоталамическими
клетками круглоротых, у рыб выявляется и изотоцин (Баранникова,
1975; Pang, 1977). Оба гормона играют важную роль в регуляции
водно-солевого обмена. АВТ — основной (а у круглоротых и единст-
венный) антидиуретический гормон низших позвоночных, а изото-
цин контролирует процессы активного транспорта ионов в жабрах
рыб и регулирует кровоснабжение этого органа (Поленов, 1968;
Smith, 1982). Эти гормоны участвуют и в регуляции обмена дыха-
тельных газов (Smith, 1982).
В процессе эволюции низших позвоночных существенные моле-
кулярные изменения претерпевает ведущий гормон аденогипофи-
за — пролактин, осуществляющий максимальный вклад в осморегу-
ляцию у пресноводных рыб (Bern, 1975, 1983; Hirano et al., 1987;
Wendelaar Bonga et al., 1990b; Bern, Madsen, 1992). Фундаменталь-
ное свойство этого гормона состоит в способности значительно сни-
жать проницаемость осморегуляторных эпителиев, в первую очередь
жаберного, для ионов и воды и регулировать численность слизистых
и хлоридных клеток, стабилизируя тем самым водно-солевое равно-
весие. Все большее значение в последнее время придается участию
в процессах осморегуляции другого гормона, синтезируемого адено-
гипофизом, — гормону роста, который играет заметную роль в адап-
тации рыб к соленой воде (Hirano et al., 1987; Suzuki et al., 1987; Flik
et al., 1993b).
В филогенезе низших позвоночных возрастает значение адрено-
кортикостероидного гормона (АКТГ), основная функция которого за-
ключается в стимулировании интерреналовой железы. Последняя,
совершенствуясь в процессе эволюции, продуцирует ряд кортикосте-
роидных гормонов, в том числе и антагонист пролактина — корти-
зол. Значение этого гормона для осморегуляторных процессов у мор-
171
ских рыб трудно переоценить. Кортизол повышает проницаемость
жаберного эпителия для ионов, стимулирует пролиферацию хлорид-
ных клеток, участвует в регуляции баланса Na4 и, возможно, Са2 +
(Foskett et al., 1983; Laurent, Perry, 1990; McCormic, 1990; Bern,
Madsen, 1992). Он имеет фундаментальное значение и для успешной
адаптации пресноводных рыб к стрессирующим факторам среды.
Гормон хромаффинной ткани — адреналин влияет на регуляцию га-
зообмена в жабрах рыб (Smith, 1982).
В процессах осмотической и ионной регуляции у рыб участвует и
каудальная нейросекреторная система, которая присутствует только
у низших позвоночных и связана с особенностями водного образа их
жизни (Баранникова, 1975; Саенко, 1993). Предполагается, что вы-
деляемый ею секрет, близкий по составу к нейросекрету ГГНС, мо-
жет играть определенную роль в газообмене и стабилизации кровя-
ного давления (Chester Jones et al., 1969; Баранникова, 1975; Саенко,
1993).
Один из основных факторов, обусловливающих прогресс Teleo-
stei, — расширение круга периферических эндокринных желез, свя-
занных с регуляцией содержания Са в организме. Именно у кости-
стых рыб впервые в филогенезе низших позвоночных формируются
тельца Станниуса. Гормоны этого нового компонента нейроэндо-
кринной системы, и прежде всего уникальный гипокальциемический
гормон (Clark, 1983), в значительной мере контролируют содержа-
ние Са у Teleostei (Баранникова, 1975; Pang, 1977; Smith, 1982). В
поддержание кальциевого баланса в организме костистых рыб вклю-
чается и кальцитонин, продуцируемый развитой ультимобранхиаль-
ной железой (Smith, 1982). Совершенствование этих гормональных
механизмов, ответственных за регуляцию гомеостаза при смене сред
обитания, можно рассматривать как пример прогрессивной эволю-
ции, определявшей эврибионтность рыб. В процессах гомеостатиро-
вания у рыб важную роль выполняют и дополнительные физиологи-
чески активные вещества-посредники, меняющие чувствительность
клеток ионтранспортирующих органов к гормонам.
Не останавливаясь подробно на структуре, функции и взаимоза-
висимых отношениях всех многочисленных компонентов нейроэн-
докринной регуляторной системы, мы хотим отметить высокую сте-
пень координированности деятельности ГГНС и периферических же-
лез-«мишеней». Это обеспечивает особую точность постоянства со-
става внутренней среды организма, достигнутую в ходе эволюции.
8.4. Заключение
Ионная регуляция постоянства состава внутренней среды — древ-
ня? функция, присущая водным животным уже на ранних этапах
филогенеза (Гинецинский, 1961, 1964; Наточин, 1984). Система вод-
но-солевого равновесия проходит сложный путь развития, достигая
многокомпонентной и многоуровневой организации у низших позво-
ночных. В процессе эволюции происходит становление высокоэффек-
тивных механизмов поддержания необходимого уровня концентра-
172
ции ионов и осмотически активных веществ в жидкостях организма.
Параллельно идет совершенствование механизмов обмена дыхатель-
ных газов. Наши представления об эволюции функции жабр бази-
руются на данных, свидетельствующих о прогрессивном развитии
функций органа, его структурно-функциональных единиц, всей си-
стемы водно-солевого обмена.
В филогенезе водных животных развитие жабр как органа ионной
и осмотической регуляции и дыхания было определено прогрессиру-
ющей олигомеризацией жаберных пластинок, сопряженной с поли-
меризацией их функциональных единиц. Такое преобразование,
сделав орган более компактным и экономичным, обусловило смену
и компенсацию функций, создав предпосылки для усиления основ-
ных видов его деятельности. Это обеспечило повышение интенсивно-
сти процессов газообмена и транспорта ионов, достигающих макси-
мума у костистых рыб.
На уровне структурно-функциональных единиц большую роль в
эволюции жабр сыграла дифференциация жаберных лепестков на
филаменты и респираторные ламеллы. Морфологическое и функцио-
нальное разделение эпителия на осморегуляторный и респираторный
отделы и параллельная компартментализация кровеносной системы
обусловили повышение интенсивности процессов дыхания и обмена
ионов. Ведущую роль в становлении ионного обмена на тканевом
уровне сыграла специализация зон клеточных контактов, регули-
рующих проницаемость жаберного эпителия для ионов.
Наиболее важное достижение эволюции жабр на клеточном уров-
не — формирование структурно- и функционально асимметрич-
ной ионтранспортирующей клетки, в апикальной мембране которой
сосредоточены ионные каналы, а в базолатеральной — ионные насо-
сы. Усложнение и совершенствование структуры таких клеток в хо-
де филогенеза водных животных можно проследить в различных
ионтранспортирующих тканях и органах (Conte, 1969; Berridge,
Oschman, 1972; Наточин, 1984; Матей, 1986а, 19906). Возможно,
элементарные клеточные механизмы, продолжая функционировать
по исходным принципам, действуют на основе иных молеку-
лярных систем (Наточин, 1984), но конструкционно столь удачно
найденная в процессе отбора структура сохраняется и прослежива-
ется на всех этапах развития Metazoa. Это подтверждает концепцию
Крепса (1967) и Уголева (1989) о широком использовании в процессе
развития однажды обретенных природой механизмов. «Полимери-
зация» митохондрий, делающая ионтранспортирующую клетку
высокоэнергизированной структурой, разделение и специализация
внутриклеточных мембран, в особенности связанных с активным
транспортом ионов, достигают максимума у костистых рыб. Именно
это обеспечивает высокую эффективность обмена ионов у этих жи-
вотных.
Специализация клеток, осуществляющих обмен дыхательных га-
зов, происходит путем совершенствования структуры наружной кле-
точной мембраны. Достигнутое в ходе эволюции чрезвычайное ус-
ложнение рельефа поверхности респираторных клеток у рыб явилось
173
основой для многократного увеличения площади обмена газов и свя-
занного с этим повышения интенсивности функции дыхания.
Эволюция функциональной системы, в состав которой входят
жабры, шла по пути повышения степени гомеостатирования и уве-
личения числа регуляторных (в основном гормональных) факторов.
Благодаря этому у низших позвоночных было достигнуто повышение
общей эффективности работы различных функциональных подси-
стем, обеспечивающих обмен ионов и дыхательных газов.
Таким образом, главным итогом эволюции функций жабр кости-
стых рыб является увеличение интенсивности основных протекаю-
щих в них процессов — дыхания и ионной и осмотической регуля-
ции. Это расширяет их адаптивные возможности и способствует бы-
строму приспособлению к колебаниям различных параметров при-
родной среды в широком диапазоне, обусловливая биологический
прогресс этой группы животных.
УСЛОВНЫЕ ОБОЗНАЧЕНИЯ
А — артерия
АЗ АФ АЯ БП В ВЗ ВП ВЭЦ ГЛК ГС (I, II, III) ГЭР Д жд жл жт жтл жтм жш к кг км л лп лис лт ЛФ м МВТ МКВ мкг мкж МП мт МФ мщ НВ — афферентная зона филамента — аутофагосома — апикальная ямка хлоридной клетки — базальная пластинка — вакуоль — везикула — вкусовая почка — везикула с электронно-плотным центром — гликокаликс — гранула слизи (I, II и III типов) — гранулярный эндоплазматический ретикулум — десмосома — жаберная дуга — жаберный лепесток — жаберная тычинка — жаберная тычинка латерального ряда — жаберная тычинка медиального ряда — жаберный шип — капилляр — комплекс Гольджи — клеточная мембрана — лизосома — лимфоидное пространство — лизосомоподобная структура — ламеллярное тельце — лимфоцит — митохондрия — мультивезикулярное тельце — микровилли — микрогребни — микрожелобки — межжаберная перегородка — микротрубочка — микрофиламенты — межклеточная щель — нервное волокно
175
НК
нэк
пг
ПК
плк
ппг
ПРК
пм
ПС
р
РК
РЛ
СК
СП
стк
ТР
тхк
ф
ФС
хк
ЦП
э
эз
я
яд
— недифференцированная клетка
— нейроэпителиальная клетка
— палочковая гранула
— палочковая клетка
— плотный контакт
— первичная палочковая гранула
— промежуточный контакт
— палочковый мешочек
— пленка слизи
— рибосомы
— респираторная клетка
— респираторная ламелла
— слизистая клетка
— секреторная пора слизистой клетки
— столбчатая клетка
— тубулярный ретикулум
— темная хлоридная клетка
— филамент жабр
— фибриллярный слой палочковой клетки
— хлоридная клетка
— центральная палочка палочковой гранулы
— эритроцит
— эфферентная зона филамента
— ядро
— ядрышко
ЛИТЕРАТУРА
Алмагамбетов Т Н. Контроль осмотичности при изучении ранних изменений
ультраструктуры эпителиальных клеток // Тез. докл. XI Всесоюз. конф, по электр.
микроск. Таллин, 1979. Т. 2. С. 84.
Аронова М. 3. Сенсорные системы гребневиков // Автореф. дис. д-ра биол. на-
ук. Л., 1987. 43 с.
Архипенко В. И., Маленков А. Г., Гербильский Л. В. Структура и функции меж-
клеточных контактов. Киев, 1982. 196 с.
Балабанова Л. В., Матей В. Е. Ультраструктура палочковых клеток из различ-
ных органов карпа и форели // Цитология. 1987. Т. 24. С. 766—770.
Баранникова И. А. Функциональные основы миграции рыб. Л., 1975. 210 с.
Бахтин Е. К., Филюшина Е. Е. О своеобразном типе секреторных клеток обоня-
тельной выстилки судака Lucioperca lucioperca // Арх. анатомии, гистологии и эмб-
риологии. 1974. Т. 67. С. 87—90.
Бейер Т. В., Шибалова Т. А., Костенко Л. А. Цитология кокцидий. Л., 1978.
185 с.
Винниченко Л. Н. Сравнительная ультраструктура нефрона. Л., 1980. 136 с.
Виноградов Г. А. Адаптация водных животных с различными типами осморегуля-
ции к понижению pH внешней среды // Физиология и паразитология пресноводных
животных. Л., 1979. С. 17—25.
Виноградов Г. А. Процессы ионной регуляции у пресноводных костистых рыб //
Структура и функционирование пресноводных экосистем. Л., 1988. С. 164—197-
Виноградов Г А. Процессы ионной регуляции у пресноводных рыб и беспозвоноч-
ных // Физиология, биохимия, токсикология пресноводных животных. Л., 1990.
С. 3-28.
Виноградов Г. А., Комов В. Т. Особенности ионной регуляции окуня Perea fluvia-
tilis L. (Percidae) в связи с проблемой закисления водоемов // Вопр. ихтиологии. 1985.
Т. 25. С. 137—144.
Виноградов Г. А., Комов В. Т Обмен катионов у карася Carassius carassius L. в
средах с различным ионным составом // Физиол. журн. 1987. Т. 73. С. 986—989.
Виноградов Г. А., Гдовский П. А., Матей В. Е. Закисление водоемов и его влия-
ние на метаболизм у пресноводных животных // Физиология и паразитология пре-
сноводных животных. Л., 1979а. С. 3—16.
Виноградов Г. А., Жариков Г П., Флеров Б. А. Действие ПХП и гексахлорана на
дыхание и осморегуляцию карасей // Физиология и паразитология пресноводных жи-
вотных. Л., 19796. С. 26—31.
Виноградов Г А., Комов В. Т., Матей В. Е., Даль Е. С. Влияние полихлорпине-
на на обмен Na, ультраструктуру жабр и ферментативную активность в тканях у ка-
рася // Пресноводные гидробионты и их экология. Л., 1983а. С. 207—214.
Виноградов Г. А., Матей В. Е., Даль Е. С. Влияние кальция на минеральный об-
мен и ультраструктуру жабр у пресноводных рыб // Реакция гидробионтов на загряз-
нение. М., 19836. С. 199—207.
Виноградов Г. А., Комов В. Т., Матей В. Е. Функциональные основы действия
низких pH на рыб и ракообразных // Физиологические и биохимические аспекты ток-
сикологии пресноводных животных / ИБВВ АН СССР. Борок, 1984. С. 147—190.
Деп. в ВИНИТИ 26.03.84, № 1637-84.
12 В. Е. Матей
177
Виноградов Г А., Комов В. Т., Клермон А. К. К вопросу об ионной регуляции \
семги Salmo salar на разных этапах онтогенеза // Вопр. ихтиологии. 1987. Т 27
С. 852—856.
Виноградов Г А., Машей В. Е., Комов В. Т., Непомнящих В. А., Тагу нов В. Б.,
Флеров Б. А., Хеминг Т А., Хенри М. Д Минеральный обмен, ультраструктура жабр
и пищевое поведение окуня Perea fkiviatilis в связи с проблемой закисления водо-
емов // Структура и функционирование экосистем ацидных озер. СПб., 1994.
С. 237—248.
Гамбарян С. П. Сравнительное морфофункциональное исследование почек позво-
очных: Автореф. дис. д-ра биол. наук. Л., 1990. 33 с.
Гдовский П. А. Исследование действия полихлорпинена на клеточные мембраны
некоторых позвоночных животных: Автореф. дис. канд. биол. наук. Л., 1984. 20 с.
Гдовский П. А., Мензиков С. А. Влияние фуросемида на экскрецию хлора и Mg-
АТФазу жабр тиляпий // Биол. науки. 1991. № 1. С. 38—45.
Гдовский П. А., Ружинская Н. Н. Влияние закисления среды на обонятельную си-
стему карпа Cyprinus carpio // Вопр. ихтиологии. 1988. Т. 28. С. 295—302.
Гербильский Л. В. Сравнительная морфология межклеточных контактов // Арх.
анатомии, гистологии и эмбриологии. 1980. Т. 78. С. 11—29.
Гинецинский А. Г Об эволюции функций и функциональной эволюции. М.; Л.,
1961. 21 с.
Гинецинский А. Г. Физиологические механизмы водно-солевого равновесия. М.;
Л., 1964. 426 с.
Дедов В. И. Слизистые клетки жаберного эпителия баренцевоморской трески
(Gadus morhua L.)// Вопросы сравнительной и экспериментальной морфологии мор-
ских организмов. Апатиты, 1975. С. 107—111.
Догель В. А. Олигомеризация гомологических органов как один из главных путей
олюции животных. Л., 1954. 368 с.
Дорн А. Происхождение позвоночных животных и принципы смены функций. М.;
Л., 1937 196 с.
Замбриборщ Ф. С. Строение и функция наджаберного органа амурского толсто-
лобика // Зоол. журн. 1957. Т. 36. С. 587—594.
Кабошянский Е. А. Глиоксилатный метод выявления клеточных моноаминов на
тотальных препаратах нервной системы беспозвоночных // Простые нервные системы.
Казань, 1985. Ч. 1. С. 81—83.
Карпевич А. Ф. Теория и практика акклимации водных организмов. М., 1975.
431 с.
Кляшторин Л. Б. Водное дыхание и кислородные потребности рыб. М., 1982.
168 с.
Козловская В. И., Степанова В. М., Чуйко Г. М. Обратимость интоксикации
карпа карбофосом // Реакции гидробионтов на загрязнение. М., 1983. С. 191 —198.
Комиссарчик Я. Ю., Наточин К). В., Снигиревская Е. С., Винниченко Л. Н
Роль кальция в структурной и функциональной целостности плотного контакта эпи-
телия мочевого пузыря лягушки // Молекулярные основы структуры и функции ак-
тивной клетки. Л., 1978. С. 78—81.
Комиссарчик Я. К)., Наточин К). В., Романов В. И., Снигиревская Е. С., Шах-
матова Е. И. Структурно-функциональные особенности реакции клеток эпителия
мочевого пузыря лягушки на извлечение кальция из апикальной и базолатеральной
мембран // Цитология. 1986. Т. 28. С. 506—511.
Комов В. Т., Виноградов Г А. Экологические аспекты закисления пресноводных
водоемов // Физиологические и биохимические аспекты токсикологии пресноводных
животных / ИБВВ АН СССР. Борок, 1984. С. 35—80. Деп. в ВИНИТИ 26.03.84,
№ 1637-84.
Комов В. Т., Лазарева В. И. Причины и последствия антропогенного закисления
оверхностных вод Северного региона на примере сравнительно-лимнологического ис-
следования озер Дарвинского заповедника // Структура и функционирование экоси-
»м ацидных озер. СПб., 1994. С. 3—30.
Комов В. Т., Степанова И. К. Гидрохимическая характеристика озер Дарвинско-
го заповедника // Структура и функционирование экосистем ацидных озер. СПб.,
1994. С. 31—42.
Краюшкина Л. С. Хлоридсекретирующие клетки рыб // Арх. анатомии, гистоло-
гии и эмбриологии. 1974. Т. 67 С. 92—99.
178
Крепе Е. М. Оксигемометрия. М., 1958. 220 с.
Крепе Е. М. Развитие эволюционной биохимии и эволюционной физиологии в
СССР // Журн. эволюц. биохимии и физиологии. 1967. Т. 3. С. 373—394.
Лаврова Е. А., Штерман Л. Я., Наточин Ю. В. Накопление ионов из воды раз-
личной минерализации и их потеря в среду радужной форелью // Вопр. ихтиологии.
1979. Т. 19. С. 148—154.
Лукьяненко В. И. Общая ихтиотоксикология. М., 1983. 320 с.
Маленков А. Г., Чуич Г А. Межклеточные контакты и реакция тканей. М., 1979.
135 с.
Мамкаев К). В. Морфология ресничных червей и становление организации мно-
гоклеточных: Автореф. дис. д-ра биол. наук. Л., 1984. 41 с.
Матей В. Е. Ультраструктурные изменения в хлоридных клетках жаберного эпи-
телия карася при обессоливании // Биология внутренних вод: Информ, бюл. Л. 1983.
№ 58. С. 50—54.
Матей В. Е. Сравнительный анализ ультраструктуры жаберного эпителия окуня
из водоемов с различным ионным составом // Цитология. 1984. Т. 26. С. 778—782.
Матей В. Е. Хлоридные клетки — структурная основа ионообменных механиз-
мов в жабрах костистых рыб // Цитология. 1986а. Т. 28. С. 5—22.
Матей В. Е. Ультраструктура палочковых клеток на различных стадиях диффе-
ренцировки из жаберного эпителия костистых рыб // Цитология. 19866. Т 28.
С. 670—676.
Матей В. Е. Влияние повышения солености внешней среды на ультраструктуру
оверхности жаберного эпителия окуня // Цитология. 1986в. Т. 28. С. 1289—1293.
Матей В. Е. Изменение ультраструктуры жаберного эпителия окуня при дейст-
вии дистиллированной воды 7/ Цитология. 1987а. Т. 29. С. 410—415.
Матей В. Е. Ультраструктура жаберного 'эпителия ручьевой форели в норме и
при закислении воды // Цитология. 19876. Т. 29. С. 1120—1125.
Матей В. Е. Слизистые клетки жаберного эпителия молоди семги в норме и при
закислении среды // Цитология. 1988. Т. 30. С. 402—406.
Матей В. Е. Функциональная морфология жаберного эпителия пресноводных ко-
стистых рыб // Физиология, биохимия и токсикология пресноводных животных. Л.,
1990а. С. 104—141.
Матей В. Е. Эволюция функций жабр костистых рыб // Журн. эволюц. биохи-
мии и физиологии. 19906. Т. 26. С. 469—481.
Матей В. Е. Ультраструктура нейроэпителиальных клеток жаберного эпителия
пресноводных костистых рыб // Биология внутренних вод: Информ, бюл. Л., 1992.
№ 94. С. 90—96.
Матей В. Е. Изменение ультраструктуры клеток жаберного эпителия тиляпии
при действии на рыб кадмия 7/ Цитология. 1993. Т. 35. С. 34—41.
Матей В. Е. Структурно-функциональная характеристика жаберных дуг пресно-
водных костистых рыб // Журн. эволюц. биохимии и физиологии. 1995. Т. 31.
С. 584-589.
Матей В. Е., Жабрева С. Б. Изменение ультраструктуры клеток жаберного эпи-
телия карпа при экспериментальном закислении среды 77 Цитология. 1989. Т. 31.
С. 398—403.
Матей В. E.t Комов В. Т Реакция хлоридных клеток жаберного эпителия карася
на изменение кислотности и ионного состава среды // Реакция гидробионтов на за-
грязнение. М., 1983. С. 176—190.
Матей В. Е., Комов В. Т Действие AI и низких значений pH воды на ультра-
структуру жабр и содержание электролитов в плазме крови молоди семги Salmo
salar /7 Журн. эволюц. биохимии и физиологии. 1992. Т. 28. С. 596—604.
Матей В. Е., Мальгина Н. А. Действие пестицидов на жаберный эпителий кара-
ся // Физиология и паразитология пресноводных животных. Л., 1979. С. 68—80
Матей В. Е., Харазова А. Д Изменения ультраструктуры и синтеза белка и РНК
в хлоридных клетках жаберного эпителия карася при закислении внешней среды //
Цитология. 1982. Т. 24. С. 905—910.
Матей В. Е., Харазова А. Д. Участие хлоридных и слизистых клеток жаберного
эпителия карася в адаптации к повышению солености внешней среды // Цитология.
1983. Т. 25. С. 1031—1037.
Матей В. Е., Харазова А. Д. Влияние закисления внешней среды на пролифера-
гивные процессы в жаберном эпителии окуня // Цитология. 1993. Т. 35. С. 49—53.
179
Матей В. Е., Харазова А. Д, Виноградов Г. А. Реакция хлоридных клеток жа
верного эпителия трехиглой колюшки на изменение pH и солености среды // Цито-
логия. 1981. Т. 23. С. 159—165.
Матей В. Е., Павлов Д. Ф., Чуйко Г. М. Влияние кадмия на структуру жабр ти-
ляпии // Цитология. 1993. Т. 35. С. 13—19.
Матей В. Е., Джаго Ч., Хайнс Т. Морфология жаберного аппарата рыб из ацид-
ных озер // Структура и функционирование экосистем ацидных озер. СПб., 1994
С. 213—228.
Межнин Ф. И. Патогистологическое изменение органов и тканей гуппи (Lebiste&
reliculatus Р.) при остром экспериментальном отравлении полихлорпиненом, фенолом
и при повышенной солевой нагрузке // Влияние фенола на гидробионтов. Л., 1973
С. 53—66.
Мельников Н. Н., Волков А. И., Короткова О. А. Пестициды и окружающая сре-
да. М., 1977. 239 с.
Мензиков С. А. Транспорт хлора и Mg-АТФазная активность в эпителиальных и
нервных тканях рыб и лягушки: Автореф. дис. ... канд. биол. наук. Л., 1992. 14 с.
Метелев В. В., Канаев А. И., Дзасохова Н. Г. Водная токсикология. М., 1971
247 с.
Митюшин В. М., Козырева Е. В. Некоторые типы ультраструктуры митохондрий
клеток животных и их связь с энергопродукцией // Цитология. 1978. Т. 20. С. 371 —
379.
Молдавская Т. В. Гистострукгура жабр костистых рыб // Токсикогенетические и
экологические аспекты загрязнения окружающей среды. Иркутск, 1982. С. 1120—
1128.
Наточин Ю. В. Адаптация к обессоливанию животных с различным типом осмо-
регуляции // Журн. эволюц. биохимии и физиологии. 1965. Т. 1. С. 530—532.
Наточин Ю. В. Ионорегулирующая функция почки. Л., 1976. 267 с.
Наточин К). В. Водно-солевой гомеостаз: эволюция и экология. Сыктывкар, 1982
48 с.
Наточин К). В. Проблемы эволюционной физиологии водно-солевого обмена. Л
1984. 37 с.
Наточин Ю В., Аронова М. 3. Интенсивность транспорта ионов и ультраструк-
тура клеток эпителия мочевого пузыря морских костистых рыб // Цитология. 1980.
Т. 22. С. 537—541.
Наточин К). В., Крестинская Т. В. Сукциндегидраза и активный транспорт на-
трия в осморегулирующих органах позвоночных животных // Физиол. журн. СССР
им. И. М. Сеченова. 1961. Т. 47. С. 1306—1313.
Наточин К). В., Лаврова Е. А. Физиологические механизмы водно-солевого го-
меостаза у рыб различной экологии // Биологические основы рыбоводства: Актуаль-
ные проблемы экологической физиологии и биохимии рыб. М., 1984. С. 133—
166.
Наточин К). В., Краюшкина Л. С., Маслова М. Н., Соколова М. М., Бахтее
ва В. Т., Лаврова Е. А. Активность ферментов в жабрах и почках и эндокринные фак-
торы регуляции ионного обмена у покатной и нерестующей нерки Oncorhynchus лег-
ка // Вопр. ихтиологии. 1965. Т. 15. С. 131 —140.
Наточин Ю. В., Соколова М. М., Гусев Г, П. Взаимосвязь между реабсорбцией
натрия и секрецией магния в почках лососевых рыб // ДАН СССР. 1969. Т. 186.
С. 732—735.
Никаноров А. М., Жулидов А. В. Биомониторинг металлов в пресноводных эко-
системах. Л., 1991. 311 с.
О'Брайн Р. Токсичные эфиры кислот фосфора. М., 1964. 631 с.
Озернюк Н. Д. Рост и воспроизведение митохондрий. М., 1978. 278 с.
Орбели Л. А. Вопросы эволюционной физиологии // Вопросы эволюционной фи-
зиологии. М.; Л., 1939. С. 152—165.
Ланин Л. Е., Маянская Н. Н. Лизосомы: роль в адаптации и восстановлении. Но-
осибирск, 1987. 197 с.
Паюсова А. И., Корешкова Н. Д Морфологические особенности жаберных тычи-
нок у иссык-кульских ельцов // Вопр. ихтиологии. 1974. Т. 14. С. 211—217.
Поленов А. Л. Гипоталамическая нейросекреция. Л., 1968. 157 с.
Проссер Л. Сравнительная физиология животных. М., 1977. 607 с.
Резник Л. В., Беленький М. А., Мязи на Е. М., Никитина О. А., Никитина С. А.
180
Активность аденозинтрифосфатаз в осморегулирующих органах позвоночных //
Журн. эволюц. биохимии и физиологии. 1986. Т. 22. С. 143—148.
Садовский В. Н. Основания общей теории систем. М., 1974. 277 с.
Саенко И. И. Каудальная нейросекреторная система рыб // Нейроэндокриноло-
гия. Л., 1993. Ч. 1, кн. 1. С. 123—133.
Северцов А. Н. Морфологические закономерности эволюции. М.; Л., 1939. 610 с.
Северцов А. С. Введение в теорию эволюции. М., 1981. 318 с.
Селье Г. Очерки об адаптационном синдроме. М., 1960. 122 с.
Снигиревская Е. С., Комиссарчик Я. Ю. Ультраструктура специализированных
межклеточных контактов // Цитология. 1980. Т. 22. С. 1011 —1035.
Соломатина В. Д Фосфорно-кальциевый обмен у пресноводных рыб при их ак-
климации к изменению абиотических факторов водной среды: Автореф. дис. д-ра
биол. наук. Киев, 1988. 39 с.
Стрельцова С. В. Кожное дыхание рыб // Изв. Всесоюз. НИИ озерного и речного
рыбного хоз-ва. 1953. Т. 33. С. 72—102.
Тагунов В. Б., Матей В. Е., Виноградов Г А. Количественная оценка адгезивных
свойств клеток жаберного эпителия карася при изменении химического состава внеш-
ней среды // Физиологические и биохимические аспекты токсикологии пресноводных
животных / ИБВВ АН СССР. Борок, 1984. С. 211—228. Деп. в ВИНИТИ 26.03.84,
№ 1637-84 деп.
Тинсли И. Поведение химических загрязнителей в окружающей среде. М., .1982.
280 с.
Турстон Р. В., Виноградов Г. А., Матей В. Е., Комов В. Т. Влияние низких зна-
чений pH, солей аммония и обессоливания на активность ферментов, обмен Na в
жабрах и ультраструктуру хлоридных клеток у пресноводных рыб // Биология
внутренних вод: Информ, бюл. Л., 1979. № 43. С. 75—81.
Уголев А. М. Принципы организации и эволюции биологических систем //
Журн. эволюц. биохимии и физиологии. 1989. Т. 25. С. 215—233.
Флеров Б А. Полихлорпинен и его влияние на водные организмы. (Обзор лите-
ратуры) // Эксперим. водн. токсикол. 1973. Вып. 4. С. 104—111.
Флеров Б. А. Эколого-физиологические аспекты токсикологии пресноводных жи-
вотных. Л., 1989. 144 с.
Хлебович В. В. Критическая соленость биологических процессов. Л., 1974. 235 с.
Чуйко Г. М. Биохимические и физиологические механизмы различной устойчи-
вости пресноводных костистых рыб к действию хлорофоса и дихлофоса: Автореф.
дис. ... канд. биол. наук. Л., 1987. 22 с.
Шелленс Д П., Димс В. Т., Эмейс Д. Д., Бреверу П., де Бруин В. К, Виссе Е.
Электронномикроскопическая идентификация лизосом // Лизосомы: Методы иссле-
дования. М., 1980. С. 157—218.
Шпет Г И., Харитонова Н. Н., Бакуненко Л. А. К сравнительной морфологии
жаберного аппарата карася и карла в связи с различиями в их питании // Зоол. журн.
1961. Т. 40. С. 1691 — 1695.
Яковлев В. Н. История формирования фаунистических комплексов пресноводных
рыб // Вопр. ихтиологии. 1964. Т. 4. С. 10—22.
Ahuja S. К Chloride-cell and mucus cell response to chloride and sulphate-enriched
media in the gill of Gambusia affinis (Baird a. Giard) and Catha catha (Hamilton) // J. Exp.
Zool. 1970. Vol. 173. P 231—250.
Aimer В. IV., Dickson W., Ekstrom C., Hornstrom E., Miller U. Effects of acidifi-cat-
ion on Swedish lakes // AMBIO. 1974. Vol. 3. P. 30—36.
American journal of physiology. 1980. Vol. 238.
Arborgh В. H., Glaumann M., Ericsson J. L. Studies on iron loading of rat liver lyso-
somes. Effects on the liver and distribution and fate of iron // Lab. Invest. 1974. Vol. 30.
P. 664—673.
Arillo A., Melodia F. Protective effect of fish mucus against Cr (VI) pollution // Che-
mosphere. 1990. Vol. 20. P. 397—402.
Aschom T. L. Serum cortisol and electrolyte responses in acid-stressed brook trout Sal-
velinus fontinalis: Philos. Dr. diss. Philadelphia, 1979. 240 p.
Avella M., Bornancin M. A new analysis of ammonia and sodium transport through the
gills of the freshwater rainbow trout (Salmo gairdneri) // J. Exp. Biol. 1989. Vol. 142. P. 155—
175.
181
\vei/d M., Bornancin M. Ion fluxes in the gill of freshwater and seawater salmonid
fish // Comp. Physiol. 1990. Vol. 6. P. 1 —13.
Avella M., Manoni A., Bornancin M.t Mayer-Gostan N. Gill morphology and sodium
influx in rainbow trout (Salmo gairdneri) acclimated to artificial freshwater environments II
J. Exp. Zool. 1987. Vol. 241. P 159—169.
Ball J. Prolactin (fish prolactin or paralactin) and growth hormone // Fish physiology
New York; London, 1969. Vol. 2. P. 207—241.
Bannister L H. Is Rhabdospora thelohani (Laguesse) a sporozoan parasite or a tissue
cell of lower vertebrates? // Parasitology. 1966. Vol. 56. P. 633—638.
Barber D. L, Westermann J. E. M. «Rodlet cell» in Catostomus commersoni (Teleostei:
Pisces): secretory cell or parasite? // Experientia. 1975. Vol. 31. P. 924—925.
Barber D. L, Westermann J. E. M. The rodlet cells of Semofilus atromaculatus and Ca-
tostomus commersoni (Teleostei): studies on its identify using histochemistry and DN-ase
J-gold, RN-ase А-gold and SI nuclease-gold labeling techniques // Can. J. Zool. 1986.
Vol. 64. P. 805—813.
Battram J. C. Chloride uptake in the gills of the fresh-water-adapted brown trout (Sal-
mo trutta) // Comp. Biochem. Physiol. 1987. Vol. 86A. P. 245—249.
Battram J. C., Eddy F. B., Chang Y. J., Fidler /.Chloride transport by isolate cells of
the freshwater adapted rainbow trout (Salmo gairdneri) // Comp. Biochem. Physiol. 1989.
Vol. 94A. P. 439—445.
Beamish R. Acidification of lakes in Canada by acid precipitation and the resulting ef-
fects on fishes // Water, Air, Soil Pollut. 1976. Vol. 6. P. 501—514.
Beamish R. J., Harvey H. H. Acidification of the la cloche Mountain lakes, Ontario and
resulting fish mortalities //J. Fish. Res. Board Can. 1972. Vol. 29. P. 1131 —1143.
Beamish R., Lockhart, van Zoon, Harvey H. Long-term acidification of a lake and resul-
ting effects on fishes // AMBIO. 1975. Vol. 4. P. 98—102.
Becerra M., Anadon R. Fine structure and development of ionocyte areas in the laby-
rinth of the trout (Salmo trutta fario) // J. Anat. 1993. Vol. 183. P. 463—474.
Beltz B. Kravitz E. A. Aminergic and peptidergic neuromediation in Crustacea //J.
Exp. Biol. 1986. Vol. 124. P. 115—141.
Bendell-Young L I., Harvey H. H., Young J. F. Accumulation of cadmium by white su-
ckers (Catostomus commersoni) in relation to fish growth and lake acidification // Can. J.
Fish. Aquat. Sci. 1986. Vol. 43. C. 806—811.
Bern H. A. Prolactin and osmoregulation // Amer. Zool. 1975. Vol. 15. P. 937—948.
Bern H. A. Functional evolution of prolactin and growth hormone in lower vertebrates //
Amer. Zool. 1983. Vol. 23. P. 663—671.
Bern H. The elusive urophysis — 25 years in pursuit of caudal neurohormones // Amer.
Zool. 1985. Vol. 25. P. 763—769.
Bern H. A., Madsen S. S. A selective survey of the endocrine system of the rainbow
trout (Oncorhynchus mykiss) with emphasis on the hormonal regulation of ion balance //
Aquaculture. 1992. Vol. 100. P. 237—262.
Berridge M. J., Oschman J. I. Transporting epithelia. New York; London, 1972. 91 p.
Bertmar G. Labyrinth cells, a new cell type in vertebrate olfactory organs // Z. Zell-
forsch. 1972. Bd 132. S. 245—246.
Berzins B. On the biology of the latvian perch (Perea fluviatilis L.) // Hydrobiologia.
1949. Vol. 2. P. 67—71.
Bettex-Galland M., Hughes G. Contractile filamentous material in the pillar cells of fish
gills // J. Cell Sci. 1973. Vol. 13. P. 359—366.
Bevelander G. A comparative study of the branchial epithelium in fishes, with special
reference to extra-renal excretion //J. Morphol. 1935. Vol. 57. P. 335—352.
Bielek E., Viehberger G. New aspects on the «rodlet cell» in teleosts // J. Submicrosc.
Cytol. 1983. Vol. 15. P. 681—694.
Bijtel J. H. The structure and the mechanism of movements of the gill filaments in Teleo-
steJ // Arch. Nederl. Zool. 1949. Vol. 8. P 267—288.
Bindon S. D., Fenwick J. C., Perry S. The effect of chloride cell proliferation on respi-
ratory function in the fish gill //Amer. Zool. 1992. Vol. 32. P. 119A.
Bjornsson B., Gamauchi K, Nishioka R., Deftos L J., Bern H. Effects of hypophy-
sectomy and subsequent hormonal replacement therapy on hormonal and osmoregulatory
status of coho salmon, Oncorhynchus kisutch // Gen. Comp. Endocrinol. 1987. Vol. 68.
P 421—430.
Boeuf G., iMSsarre P., Harache Y. Osmotic adaptation of Oncorhynchus kisutch W
182
II. Plasma osmotic and ionic variations and gill Na K+ ЛТР-ase activity of yearling coho
salmon transferred to seawater // Aquaculture. 1978. Vol. 15. P. 35—52.
Bolton J. P., Collie N. L., Kawauchi H., Hirano T. Osmoregulatory actions of growth
hormone in rainbow trout (Salmo gairdneri) //J. Endocrinol. 1987. Vol. 112. P. 63—68.
Booth J. H., Jansz G. F.t Holeton G. F. СГ, K+ and acid-base balance in rainbow trout
during exposure to, and recovery from, sublethal environmental acidification // Can. J. Zool.
1982. Vol. 60. P. 1123—1130.
Borgmann U. Metal speciation and toxicity of free metal ions to aquatic biota // Aquatic
toxicology. New York, 1983. P. 47—72.
Bornancin M., De Renzis G. Evolution of the branchial sodium outflux and its compo-
nents, especially the Na/K exchange and the Na, К dependent ATP-ase activity during
adaptation to sea water in Anguilla anguilla // Comp. Biochem. Physiol. 1972. Vol. 43.
P. 577—592.
Bornancin M., Cuthbert A. W., Maetz J. The effect of calcium on branchial sodium flu-
xes in the sea-water adapted eel, Anguilla anguilla //J. Physiol. 1972. Vol. 222. P. 487—
496.
Bornancin M., De Renzis G., Maetz J. Branchial Cl transport, anion-stimulated ATP-
ase and acid-base balance in Anguilla anguilla adapted to freshwater effects of hyperoxia //
J. Comp. Physiol. 1977. Vol. 117. P. 313—322.
Bornancin M., De Renzis G., Naon R. Cl—HCO3—ATP-ase in gills of the rainbow
trout: evidence for its microsomal location // Amer. J. Physiol. 1980. Vol. 238. P. 251—259.
Bornancin M., Avella M., Masoni A., Sola F, Mayer-Gostan N. Osmoregulation de la
truite d’eau douce (Salmo gairdneri): importance de I’adaptabilite morpho-fonctionelle de
I’epithelium branchial // Oceania. 1987. Vol. 13. P. 71—87.
Bradley T. Improved visualization of apical vesicles in chloride cells of fish gills using
an osmium quick-fix technique // J. Exp. Zool. 1981. Vol. 217. P. 185—198.
Braumbough IV., Kane D. Variability of aluminum concentrations in organs and whole
bodies of smallmouth bass (Micropterus dolomieui) // Environ. Sci. Technol. 1983. Vol. 19.
P. 828—831.
Brown D. The effect of various cations on the survival of brown trout Salmo trutta at
low pH // J. Fish Biol. 1981. Vol. 18. P. 31—40.
Brown G. A., Wellings S. R. Electron microscopy of the skin of the teleost, Hippoglos-
sides ellasodon // Z. Zellforsch. 1970. Bd 103. S. 149—169.
Brown L. R. The illusion of progress // State of the world. New York; London, 1990.
P 3—16.
Brown S. B., MacLatchy D. L., Hara T J. Effects of low ambient pH and aluminum on
plasma kineticts of cortisol, T3 and T4 in rainbow trout (Oncorhynchus mykiss) // Can. J.
Zool. 1990. Vol. 68. P. 1537—1542.
Bullock W. L. Intestinal histology of some salmonid fishes with particular reference to
the histopathology of acanthocephalan infections //J. Morphol. 1963. Vol. 112. P. 23—
35.
Burleson M., Milsom W. K. Sensory receptors in the first gill arch of rainbow trout //
Respir. Physiology. 1993. Vol. 93. P. 97—110.
Butler D. G., Carmichael F. J. (Na+ K + )-ATP-ase activity in eel (Anguilla rostrata)
gills in relation to changes in environmental salinity: role of adrenocortical steroids // Gen.
Comp. Endocrinol. 1972. Vol. 19. P. 421—427.
Callamand (). L'anguille europeenne (Anguilla anguilla L.). Les bases physiologiques
de sa migration // Ann. Inst. Oceanogr. 1943. Vol. 21. P. 361—440.
Cameron J. N., Heisler N. Studies of ammonia in the rainbow trout: physico-chemical
parameters, acid-base behaviour and respiratory clearance // J. Exp. Biol. 1983. Vol. 105.
P. 107—125.
Cameron J. N., Kormanic G. A. The acid-base responces of gill and kidneys to infused
acid and base loads in the channel catfish, Ictalurus punctatus //J. Exp. Biol. 1982. Vol. 99.
P. 143—160.
Campbell A. K. Intercellular calcium: Its universal role as regulator. New York, 1983.
327 p.
Campbell J. H., Evans R. D. Inorganic and organic ligand binding of lead and cadmium
and resultant implications for bioavailabilitv // Sci. Total Environ. 1987. Vol. 62. P. 219—
227
Campbell P., Stokes M. Acidification and toxicitv of metals to aquatic biota // Can. J.
Fish. Aquat. Sci. 1985. Vol. 42. P 2034—2049.
183
Chakraborti P. K.t Chakraborti A., Weisbart M. A high affinity cortisol receptor in the
gill of the brook trout, Salvelinus fontinalis // Amer. Zool. 1985. Vol. 25. P. 82.
Chartier M. M. Presence et thermostabilite de proteines liant le calcium dans les muqu
euses intestinales et branchiales de divers teleosteens // C. r. Acad. sci. Ser. D. 1973. Vol. 276
P. 785—788.
Chester J. /., Chan D. K.t Henderson J. W., Ball J. N. The adrenocortical steroid,
adrenocorticotropin and the corpuscles of Stannius // Fish physiology. New York; London,
1969. Vol. 2. P. 322—377.
Chevalier G.t Gauthier L., Moreau G. Histopathological and electron microscopic stu
dies of gills of brook trout, Salvelinus fontinalis, from acidified lakes // Can. J. Zool. 1985.
Vol. 63. P. 2062—2070.
Chretien M., Pisam M. Cell renewal and differentiation in the gill epithelium of fresh
or salt-water-adapted euryhaline fish as revealed by [3H]-thymidine radioautography //
Biol. Cell. 1986. Vol. 56. P. 137—150.
Clark N. B. Evolution of calcium regulation in lower Vertebrate // Amer. Zool. 1983.
Vol. 23. P. 719—727.
Clarke W. C., Bern H. A. Comparative endocrinology of prolactin // Hormonal pro-
teins and peptides. New York, 1980. Vol. 8. P. 106—197.
Cleton M /., Sindram J. W., Rademakers L. H., Zuyderhoudt F. M., De Brui-
jn W. C., Marx J. J. M. Ultrastructural evidence for presence of ferritin-iron in the biliary'
system of patients with iron overload // Hepatology. 1986. Vol. 6. P. 30—35.
Cleveland L., Little E. E., Hamilton S. J., Buckler D. R.t Hunn J. B. Interactive toxi-
city of aluminum and acidity to early life stages of brook trout // Trans. Amer. Fish. Soc.
1986. Vol. 115 P. 610—620.
Conklin D. J., Mowbray R. C., Ginderich W. H. Effects of chronic exposure to soft,
acidic water on gill development and chloride cell numbers in embryo-larval brook trout,
Salvelinus fontinalis // Aquat. Toxicol. 1992. Vol. 22. P. 39—52.
Conley D. M., Mallatt J Histochemical localization of Na + K + ATP-ase and carbonic
anhydrase activity in gill of 17 fish species // Can. J. Zool. 1988. Vol. 66. P. 2398—2405.
Conte F. P. Salt secretion // Fish physiology. New York; London, 1969. Vol. 1. P. 241 —
292.
Conte F. P.t Lin D. N. Kinetics of cellular morphogenesis in gill epithelium during sea
water adaptation of Oncorhynchus (Walbaum) // Comp. Biochem. Physiol. 1967. Vol. 23.
P. 945—957.
Copeland D. E. The cytological basis of chloride transfer in the gills of Fundulus hetero-
clitus // J. Morphol. 1948. Vol. 82. P. 202—227.
Curtis B. J., Wood С. M. The function of the urinary bladder in vivo in the freshwater
rainbow trout // J. Exp. Biol. 1991. Vol. 155. P. 567—583.
Cusimano R. F, Brakke D. F, Chapman G. A. Effects of pH on the toxicities of cad-
mium, copper, and zinc to steelhead trout (Salmo gairdneri) // Can. J. Fish. Aquat. Sci.
1986. Vol. 43. P. 1497—1503.
Cuthbert A. W.t Maetz J. The effect of calcium and magnesium on sodium fluxes in the
goldfish Carassius auratus L. // J. Physiol. 1972. Vol. 221. P. 633—643.
Dahl J. L.t Hokin L. E. The sodium-potassium adenosine triphosphatase // Annu. Rev.
Biochem. 1974. Vol. 43. P. 327—356.
Dalela R. C., Praveen A., Verma A. R. Studies on the morphology of the gill and gill
arches with reference to the blood supply in Notopterus notopterus and Colisa fasciatus //
Jb. Morphol. Mikrosk. Anat. 1975. Vol. 121. P. 214—229.
Dalziel T. R. K.t Morris R., Brown D. J. A. The effect of low pH, low calcium concen-
trations and elevated aluminium concentrations on sodium fluxes in brown trout, Salmo trut-
ta L. // Water, Air, Soil Pollut. 1986. Vol. 30. P. 569—577.
Das Srivastava G. J. Response of gill to various changes in salinity in fresh water
teleost Colisa fasciatus (Bl. et Schn) // Z. mikrosk.-anat. Forsch. 1978. Bd 92. S. 770—
780.
Daye P. G. Attempts to acclimate embryos and alevins of Atlantic salmon, Salmo salar,
and rainbow trout, Salmo gairdneri, to low pH // Can. J. Fish. Aquat. Sci. 1980. Vol. 37.
P. 1035—1038.
Daye P. G., Garcide E. T. Histopathologic changes in surficial tissues of brook trout,
exposed to acute and chronic levels of pH // Can. J. Zool. 1976. Vol. 54. P. 2140—2155.
De. Kock L. L A histological study of the head region of two salmonids with special
reference to pressor- and chemo-receptors // Acta Anat. 1963. Vol. 55. P. 39—50.
184
De Renzis G. The branchial chloride pump in the goldfish Carassius auratus: relation-
ship between СГ/НСО3 and СГ/СГ exchanges and the effect of thiocyanate // J. Exp.
Biol. 1975. Vol. 63. P. 587—602.
De Renzis G., Bornancin M. Ion transport and gill ATPases // Fish Physiology. New
York; London, 1984. Vol. 10B. P. 65—104.
De Renzis G., Maetz J. Studies on the mechanism of the chloride absorption by the
goldfish gill: Relation with acid-base regulation // J. Exp. Biol. 1973. Vol. 59. P. 339—358.
Desser S. S.t Lester R. An ultrastructural study of the enigmatic «rodlet cells» in the
white sucker, Catostomus commersoni (Lacepede) (Pisces: Catostomidae) // Can. J. Zool.
1975. Vol. 53. P. 1483—1494.
Dimberg K, Hoglung L B., Knutsson P. G., Ridderstale Y. Histochemical localization
of carbonic anhydrase in gill lamellae from young salmon (Salmo salar L.) adapted to fresh
and salt water // Acta physiol, scand. 1981. Vol. 112. P. 218—220.
Dively J. L, Mudge J. E., Neff IV. H., Anthony A. Blood Pq2, PCq2 an^ changes in
brook trout exposed to sublethal levels of acidity // Comp. Biochem. Physiol. 1977. Vol. 57A.
P. 347—351.
Donaldson E. M. The pituitary-interrenal axis as an indicator of stress in fish // Stress
in fish. New York, 1981. P. 11—47.
Dovle IV. L Cytological changes in chloride cell following altered ionic media //J. Exp.
Zool. 1977. Vol. 109. P. 427—433.
Doyle IV. L, Epstein F. H. Effects of cortisol treatment and osmotic adaptation of the
chloride cells in the eel, Anguilla rostrata // Cytobiologie. 1972. Vol. 6. P. 58—76.
Dunel S., Laurent P. Functional organization of the gill vasculature in different classes
of fish // Epithelial transport in the lower Vertebrates. London; New York, 1980. P. 37—58.
Dunel-Erb S., Laurent P. Ultrastructure of marine teleost gill epithelia: SEM and ТЕМ
study of the chloride cell apical membrane // J. Morphol. 1980. Vol. 165. P. 175—186.
Dunel-Erb S., Baily Y.t Laurent P. Neuroepithelial cells in fish gill primary lamellae //
J. Appl. Physiol., Respir., Environ. Exercise Physiol. 1982. Vol.53. P. 1342—1353.
Dunel-Erb S., Chevalier C., Laurent P. Distribution of neuroepithelial cells and neu-
rons in the trout gill filament: comparison in spring and winter // Can. J. Zool. 1994. Vol. 72.
Г 1794—1799.
Dunson W. A., Swarts F., Silvestri M. Exeptional tolerance to low pH of some tropical
blackwater fish // J. Exp. Zool. 1977. Vol. 201. P. 157—162.
Eddy F. B. The effect of calcium on gill potentials and on sodium and chloride fluxes
in the goldfish, Carassius auratus // J. Comp. Physiol. 1975. Vol. 96. P. 131 —142.
Eddy F. B. Acid-base balance in rainbow trout (Salmo gairdneri) subjected to acid //
J. Exp. Biol. 1976. Vol. 64. P. 159—171.
Eddy F. B., Fraser J. E. Sialic acid and mucus production in rainbow trout to zinc and
seawater // Comp. Biochem. Physiol. 1982. Vol. 73C. P. 357—359.
Ehrenfeld J., Garcia-Romeu F., Yarvey B. J. Electronic active proton pump in Rana
esculenta skin and its role in sodium ion transport // J. Physiol. 1985. Vol. 359. P. 359.
Eller L. L. Gill lesions in freshwater teleosts // Pathology of fishes. Madison, 1975.
P. 305—330.
Epstein F. H., Cynanom M., McKay IV. Endocrine control of Na-K-ATP-ase and sea-
water adaptation in Anquilla rostrata // Gen. Comp. Endocrinol. 1971. Vol. 16. P. 323—
328.
Epstein F. H.t Silva P., Forrest J. N., Solomon R. J. Chloride transport and its inhibi-
tion by thiocyanate in gills of seawater teleosts // Comp. Biochem. Physiol. 1975. Vol. 52A.
P. 681—683.
Ericson L E., Hakanson R., Larson B., Owman C., Sundler F. Fluorescence and elec-
tron microscopy of aminestoring entero-chromaffin-like cells in the tracheal epithelium of
mouse // Z. Zellforsch. 1972. Bd 124. S. 423—545.
Erlij D., Martinez-Palomo A. Role of tight junctions in epithelial function // Membrane
transport in biology. Berlin, 1978. Vol. 3. P 27—53.
Ernst S. A., Dodson W. C., Karnaky К J. Structural diversity of occluding junction in
the low-resistance chloride-secreting opercular epithelium of seawater-adapted Killifish
(Fundulus heteroclitus) // J. Cell Biol. 1980. Vol. 87. P 488—497.
Evans D. H. Ionic exchange mechanisms in fish gills // Comp. Biochem. Physiol. 1975
Vol. 51A. P. 491—495.
Evans D. H. Further evidence for Na/NH4 exchange in marine teleost fish //J. Exp.
Biol. 1977. Vol. 70. P. 213—220.
185
Evans D. H. Gill Na^/H+ and СГ/НСО3 exchange systems envolved before the verte-
brates entered fresh water // J. Exp. Biol. 1984a. Vol. 113. P. 465—470.
Evans D. H. The roles of gill permeability and transport mechanisms in euryhalinity II
Fish physiology. New York; London, 1984b. Vol. 10A. P. 239—282.
Evans D. H. The fish gill: site of action and model for toxic effects of environmental
pollutants // Environ. Health Perspect. 1987. Vol.71. P. 47—58.
Evans D. H., Cameron J. N. Gill ammonia transport //J. Exp. Zool. 1986. Vol. 239.
P 17—23.
Evans D. H., Kane J. M., Robbins S. L Modes of ammonia transport across the gill
epithelium of the marine teleost fish Opsanus beta //J. Exp. Biol. 1989. Vol. 144. P. 339—
356.
Evans R. E., Brown S. В., Hara T. J. The effects of aluminum and acid on the gill
morphology in rainbow trout, Salmo gairdneri // Environ. Biol. Fishes. 1988. Vol. 2. P. 299—
311
Exley C., Struthers W. The localisation of aluminium in the tissues of the rainbow tro-
ut // Aquaculture. 1992. Vol. 100. P. 323—324.
Falk B., Hillarp N. A., Thieme A., Torp A. Fluorescence of catecholamines and related
compounds condensed with formaldehyde //J. Histochem. Cytochem. 1962. Vol. 10. P. 348—
354.
Farrell A. P., Sobin S. S., Randall D. J., Crosby S. Interlamellar blood flow patterns
in fish gills // Amer. J. Physiol. 1980. Vol. 239. P. 428—436.
Feinblatt J. D. The comparative physiology of calcium regulation in Submammalian ver-
tebrates // Adv. Comp. Physiol. Biochem. 1982. Vol. 6. P. 73—110.
Fishelson Л. A comparative study of ridge-mazes on surfase epithelial cell-membranes
of fish scales (Pisces, Teleostei) // Zoomorphology. 1984. Vol. 104. P. 231—238.
Fischer-Sheri Th., Hoffmann R. Light and electron-microscope studies on pseudobranch
of golden orfe, Leuciscus idus L. // J. Fish Biol. 1986. Vol. 29. P. 699—709.
Flik G., Perry S. F. Characterization of branchial transepithelial calcium fluxes in fresh-
water trout, Salmo gairdneri // Amer. J. Physiol. 1988. Vol. 254. P. 491—498.
Flik G., Perry S. F. Cortisol stimulates whole body calcium uptake and the branchial
calcium pump in freshwater rainbow trout // J. Endocrinol. 1989. Vol. 120. P. 75—82.
Flik G., Rijs J. H. van, Wendelaar Bonga S. E. Evidence for high-affinity Ca24
ATPase activity and ATP-driver Ca2+ transport in membrane preparations of the gill epithe-
lium of the cichlid fish Oreochromis mossambicus // J. Exp. Biol. 1985. Vol. 119. P. 335—
347.
Flik G., Velden J. A. van der, Seegers H., Kolar Z., Wendelaar Bonga S. E. Prolactin
cell activity and sodium fluxes in tilapia (Oreochromis mossambicus) after long-term accli-
mation to acid water //Gen. Comp. Endocrinol. 1989. Vol. 75. P. 39—45.
Flik G., Atsma W., Fenwick J. C., Rentier-DeIrue F, Smal J., Wendelaar Bon-
gu S. E. Homologous recombinant growth hormone and calcium metabolism in the tilapia,
Oreochromis mossambicus adapted to fresh water // J. Exp. Biol. 1993a. Vol. 185. P. 107—
119.
Flik G. Velden J. A. van der, Dechering K. J., Verbost P. M., Schoenmakers T. J.,
Kolar Z. I., Bonga S. E. W. Ca2 + and Mg + transport in gills and gut of tilapia, Oreochro-
mis mossambicus: A review //J. Exp. Zool. 1993b. Vol. 265. P. 356—365.
Flood M. T., Nigrelli R. F., Gennaro J. F. Some aspects of the ultrastructure of «Stab-
chendrusenzellen», a peculiar cell associated with the endothelium of the bulbus arterious
and with other fish tissues // J. Fish Biol. 1975. Vol. 7. P. 129—138.
Fontaine M., Leloup-Hatey J. Influence de 1’activite motorice sur la 17-hydroxycorti-
costeroidemie de la Trute arc en-ciel (Salmo gairdneri). Intervention probable de ce facteur
dans 1’activation de I’interrenal anteriur du jaune saumon (Salmo salar L.) pendant sa migra-
tion d’avalaison // C. r. Acad. sci. 1960. Vol. 250. P. 3089—3094.
Forrest J. N., Cohen A. D., Schon S. A., Epstein F. H. Na-transport and Na-K-
ATPase in gill during adaptation to seawater: effect of cortisol // Amer. J. Physiol. 1973.
Vol. 224. P. 709—713.
Foskett J. K., Logsdon C. [)., Turner T, Machen T E., Bern H. A. Differentiation of
the chloride extrusion mechanism during seawater adaptation of a teleost fish, the cichlid
Sarotherodon mossambicus // J. Exp. Biol. 1981. Vol. 93. P. 209—224.
Foskett J. K., Bern H. A., Machen T E., Conner M. Chloride cell and the hormonal
control of teleost fish osmoregulation // J. Exp. Biol. 1983. Vol. 106. P. 255—281
186
Fox H. The anuran tadpole skin: changes occurring during metamorphosis and some
comparisons with that of the adult // Symp. Zool. Soc. London. 1977. Vol. 39. P. 269—289.
Franklin G. E. Surface ultrastructural changes in the gills of sockeye salmon (Teleostei:
Oncorhynchus nerka) during seawater transfer: comparison of successful and unsuccessful
seawater adaptation // J. Morphol. 1990. Vol. 206. P. 13—23.
Franklin G. E., Davison W. S.E.M. observations of morphologically different chloride cells
in freshwater-adapted sockeye salmon, Oncorhynchus nerka //J. Fish Biol. 1989. Vol. 34.
P. 803—884.
Freda J., Sanchez D. A., Bergman H. L. Shortening of branchial tight junctions in acid
exposed rainbow trout (Oncorhynchus mykiss) // Can. J. Fish. Aquat. Sci. 1991. Vol. 48.
P. 2028—2033.
Fromm P. O. A review of some physiological and toxicological responces of freshwater
fish to acid stress // Environ. Biol. 1980. Vol. 5. P. 79—93.
Fu H., Steinbach О. M., Hamer C. J. van der, Balm D. H., Lock R. A. Involvement of
cortisol and metallothionlike proteins in the physiological responses of tilapia (Oreochro-mis
mossambicus) to sublethal cadmium stress // Aquat. Toxicol. 1990. Vol. 16. P 257—269.
Galle Ch., Chassard-Bouchand C., Massabuau J. Ch., Escaid F., Boumati P., Bour-
ges M., Pepin D. Localisation subcellulare de 1’aluminum vehicules par les pluies acides dans
les reins et branchies de truite des Vosges. Donnees preliminaires // C. r. Acad. sci. 1990.
Vol. 311. P. 301—307
Galloway J. N., Thornton J. D., Norton S. A., Volchok H. L., McLean R. A. Trace
metals in atmospheric deposition: a review and assessment // Atmos. Environ. 1982. Vol. 16.
P. 1677—1700.
Garcia-Romeu D. F, Maetz J. The mechanism of sodium and chloride uptake by the
gills of a fresh-water fish, Carassius auratus. 1. Evidence for independent uptake of sodium
and chloride ions // J. Gen. Physiol. 1964. Vol. 47. P. 1195—1227.
Gardner G. R., Yevich P. P. Histological and hematological responses of an estuari
teleost to cadmium //J. Fish. Res. Board Can. 1970. Vol. 27. P. 2185—2196.
Gerenser G. A., Lee S. H. СГ-stimulated adenosine triphosphatase: existence, location
and function // J. Exp. Biol. 1983. Vol. 106. P. 143—161.
Giles M. A. Electrolyte and water balance in plasma and urine of trout (Salmo gaird-
neri) during chronic exposure to cadmium // Can. J. Fish. Aquat. Sci. 1984. Vol. 41. P. 1678—
1685.
Giles M. A., Majewski H. S., Hobden B. Osmoregulatory and hematological responses
of rainbow trout (Salmo gairdneri) to extended environmental acidification /7 Can. J. Fish.
Aquat. Sci. 1984. Vol. 41. P. 1686—1694.
Gill T S., Pant J. C., Tewari H. Branchial pathogenesis in a freshwater fish, Puntius
conchonius Ham., chronically exposed to sublethal concentrations of cadmium // Ecotoxicol.
Environ. Saf. 1988. Vol. 15. P. 153—161.
Girard J. P., Payan P. Ion exchanges through respiratory and chloride cells in fresh-
water- and seawater-adapted teleosteans // Amer. J. Physiol. 1980. Vol. 238. P 260—268.
Glaumann H., Marzella A. Degradation of membrane components by Kupffer cell lyso-
somes // Lab. Invest. 1981. Vol. 45. P. 479—482.
Goniakowska-Witalinska L. Neuroepithelial bodies in the lung of the tree frog: A scan-
ning and transmission electron microscopic study // Cell Tissue Res. 1981.Vol. 4. P 435—
441.
Gonzalez R. J., Dunson W. A. Mechanisms for tolerance of sodium loss during exposure
to low pH of the acid-tolerant sunfish Enneacanthus obesus // Physiol. Zool. 1989. Vol. 62.
P. 1219—1231.
Gonzalez R. J., McDonald D. G. The relationship between oxygen consumption and ion
loss in a freshwater fish // J. Exp. Biol. 1992. Vol. 16. P. 317—332.
Goss G. G., Wood С. M. The effects of acid/aluminum exposure on circulating plasma
cortisol levels and other blood parameters in the rainbow trout, Salmo gairdneri //J. Fish
Biol. 1988. Vol. 32. P. 63—76.
Goss G. G., Perry S. F., Wood C.M., Laurent P. Mechanisms of ion and acid-base re-
gulation of the gills of fresh-water fish // J. Exp. Zool. 1992. Vol. 263. P. 143—159.
Goss G. G., Laurent P., Perry S. F. Gill morphology during hypercapnia in brown bul-
lhead (Ictalurus nebulosus): role of chloride cells and pavement cells in acid-base regula-
tion // J. Fish Biol. 1994. Vol. 45. P. 705—718.
Gray I. E. Comparative study of gill area of marine fish // Biol. Bull. 1954. Vol. 107
P 219—225.
187
Haines T A. Acidic precipitation and its consequences for aquatic ecosystems // Trans
Amer. Fish. Soc. 1981. Vol. ПО. P. 669—707.
Haines T. A., Baker L P. Evidence of fish population responses to acidification in iht
Eastern United States // Water, Air, Soil Pollut. 1986. Vol. 31. P. 605—629.
Haines T. A., Komov V., Jagoe С H. Lake acidity and mercury content of fish in Dar
win National Reserve, Russia // Environ. Pollut. 1992. Vol. 78. P. 107—112.
Handy R. D. The assessment of episodic metal pollution. I. Uses and limitation of tis-sue
contaminant analysis in rainbow trout (Oncorhynchus mykiss) after short water born expo-
sure to cadmium or copper // Arch. Environ. Conkan. Toxicol. 1992. Vol. 22. P. 34—81
Handy R. D., Eddy F. B. Effects of inorganic cations on Na absorbtion to the gill and
body surface of rainbow trout, Oncorhynchus mykiss, in dilute solutions // Can. J. Fish.
Aquat. Sci. 1991a. Vol. 10. P. 1829—1837.
Handy R D., Eddy F. B. The absence of mucus on the secondary lamellae of unstressed
rainbow trout, Oncorhynchus mykiss // J. Fish Biol. 1991b. Vol. 38. P. 153—155.
Harder W. Anatomie der Fische // Hundbuch der Binnen-fischerei Mitteleuropas. Stub
tgart, 1964. Bd 2A. 308 S.
Haswell M. S., Zeider R., Kim H. D. Chloride transport in red cells of a teleost, Tilapia
mossambica // Comp. Biochem. Physiol. 1978. Vol. 61 A. P. 217—220.
Hegab S. A., Assem И, Hanke W. Effects of cortisol on osmoregulation in carp and
tilapia // Gen. Comp. Endocrinol. 1982. Vol. 46. P. 338.
Heisler N. Acid-base regulation in fishes // Fish physiology. New York; London, 1984.
Vol. 10A. P. 315—401.
Heming T. A. , Randall D. J. Fish erythrocytes and bicarbonate permeable: problems
with determining carbonic anhydrase activity using the modified boat technique //J. Exp.
Zool. 1982. Vol. 219. P. 125—128.
Henriksen A. Susceptibility of surface waters to acidification // Acid rain/ fisheries.
Bethesda (Maryland), 1982. P. 103—124.
Henriksen A., Skogheim O. K., Rosseland В. O. Episodic changes in pH and alu-
minium-speciation kill fish in a Norvegian salmon river // Vatten. 1984. Vol. 40. P. 255—
260.
Hirano T. Prolactin and hydromineral metabolism in the vertebrates // Gunma Symp.
Endocrinol. 1977. Vol. 14. P. 45—59.
Hirano T. Endocrine control of fish migration and osmoregulation // Abstr. 31 Intern.
Congr. physiol, sci. Helsinki, 9—14 July 1989. Helsinki, 1989. P. 23.
Hirano T., Johnson D. W., Bern H. A., Utida 5. Studies on water and ion movements
in the isolated urinary bladder of selected freshwater, marine and euryhaline teleosts //
Comp. Biochem. Physiol. 1973. Vol. 45. P. 529—540.
Hirano T., Ogasawara T., Bolton J. P., Collie N. L, Hesegawa S., Iwata M. Osmore-
gulatory role of prolactin in lower vertebrates // Comp. Physiol. Environ. Adapt. 1987. Vol. 1.
P. 112—124.
Hjelmeland K, Christie M., Raa J. Skin mucus protease from rainbow trout, Salmo
gairdneri Richardson, and its biological significance // J. Fish Biol. 1983. Vol. 23. P. 13—
22.
Hobe H., Laurent P.t McMahon B. R. Whole body calcium flux rates in freshwater tele-
osts as a function of ambient calcium and pH levels: a comparison between euryhaline trout,
Salmo gairdneri and stenohaline bullhead, Ictalurus nebulosus // J. Exp. Biol. 1984. Vol. 113.
P. 237—252.
Hodson P. И, В land B. R., Spry D. H. pH-induced changes in blood of lead-exposed
rainbow trout (Salmo gairdneri) // J. Fish. Res. Board Can. 1978. Vol. 35. P. 437—445.
Hontela A., Roy Y., Gollie R. van, Lederis K., Chevalier G. Differential effects of low
pH and aluminium on the caudal neurosecretory system of the brook trout, Salvelinus fonti-
nalis // J. Fish Biol. 1989. Vol. 35. P. 265—273.
Hootman S. R., Philpott C. W. Accessory cells in teleost branchial epithelium // Amer.
J. Physiol. 1980. Vol. 238. P. 199—206.
Hossler F. E. Gill arch of the mullet, Mugil cephalus. III. Rate of response to salinity
change // Amer. J. Physiol. 1980. Vol. 238. P. 160—164.
Hossler F. E., Merchant L. H. Morphology of taste buds on the gill arches of the mullet
Mugil cephalus and the killifish Fundulus heteroclitus // Amer. J. Anat. 1983. Vol. 166.
P. 299—312.
Hossler F. E., Ruby J. R., McIlwain T. D. The gill arch of the mullet, Mugil cephalus.
I. Surface ultrastructure // J. Exp. Zool. 1979. Vol. 208. P. 379—398.
188
Hossler F. E., Musi I G., Karnaky K, Epstein F. Surface ultrastructure of the gill arch
of the killifish, Fundulus heteroclitus, from seawater and freshwater, with special reference
to the morphology of apical crypts of chloride cells // J. Morphol. 1985. Vol. 185. P. 377—
386.
Houston A. H., Mearow К. M. Branchial and renal (Na/К)-ATP-ase and carbonican-
hydrase activities in an eurythermal freshwater teleost, Carassius auratus L. // Comp. Bio-
chem. Physiol. 1982. Vol. 71A. P. 175—180.
Hughes G. M. Scanning electron microscopy of the respiratory surfaces of trout gills //
J. Zool. 1979. Vol. 187. P. 443—453.
Hughes G. M. Functional morphology of fish gill '/ Epithelial transport in lower verte-
brates. New York; London, 1980. P. 15—36.
Hughes G M. General anatomy of the gills // Fish physiology. New York; London,
1984. Vol. 10A. P. 1—72.
Hughes G. M., Wright D. E. A comparative study of the ultrastructure of the water
blood pathway in the secondary lamellae of teleost and elasmobranch fishes benthic forms //
Z. Zellforsch. 1970. Bd 104. S. 478—493.
Hunn J. B. Role of calcium in gill function in freshwater fishes // Comp. Biochem.
Physiol. 1985. Vol. 82A. P. 543—547.
Hutchinson N. J., Spraque J. B. Reduced lethality of Al, Zn and Cu mixtures to Ameri-
can flagfish by complexation with humic acid substances in acidified soft waters // Environ.
Toxicol. Chem. 1987 Vol. 6. P. 755—765.
Hwang P. P. Tolerance and ultrastructural responses of branchial chloride cells to sa-
linity changes in the euryhaline teleost, Oreochromis mossambicus // Mar. Biol. 1987.
Vol. 94. P 643—649.
Hwang P. P. Multicellular complex of chloride ceils in the gills of freshwater teleost //
J. Morphol. 1988. Vol. 196. P. 15—22.
Hwang P. P., Hirano R. Effects of environmental salinity on intercellular organization
and junctional structure of chloride cells in early stages of teleost development //J. Exp.
Biol. 1985. Vol. 236. P. 115—126.
J ger Y., Abraham M. The process of skin healing in experimentally wounded carp // J.
Fish Biol. 1990. Vol. 36. P. 421—437.
Isaia J., Masoni A. The effects of calcium and magnesium on water and ionic permeabi-
lities in the sea water adapted eel, Anguilla anguilla L. // J. Comp. Physiol. 1976. Vol. 109.
P 221—233.
Ishihara A K, Mugiya Y. Ultrastructural evidence of calcium uptake by chloride cell
in the gills of goldfish, Carassius auratus // J. Exp. Zool. 1987. Vol. 242. P. 121 — 129.
Ishii T., Mugiya Y. Comparative aspects of calcium dynamics in calcified tissues in the
goldfish Carassius auratus // Bull. Jap. Soc. Sci. Fish. 1983. Vol. 49. P. 1039—1044.
Jagoe С. H. A histological and ultrastructural study of the effects of low pH and alumi-
num upon the gills of the Atlantic salmon: Thes. Reg. Degree of Dr Philos. Orono, 1988.
323 p.
Jagoe С. H., Haines T. A. Alterations in gill epithelial morphology of yearling Sunapee
trout exposed to acute acid stress // Trans. Amer. Fish. Soc. 1983. Vol. 112. P. 689—
695.
Jagoe С. H., Haines T. A. Morphometric effects of low pH and limed water on the gills
of Atlantic salmon (Salmo salar) // Can. J. Fish. Aquat. Sci. 1990. Vol. 47. P. 2451 —
2460.
Jagoe С. H., Matey V. E., Haines T A., Komov V. T. Effect of beryllium on fish in
acid water is analogous to aluminum toxicity // Aquat. Toxicol. 1993. Vol. 24. P. 241—256.
Jeffries D. S. Overview of areas for Canada and the United States of America // Proc.
5th Meet. Progr. Task Force, Freiburg, FRG, oct. 1989. Berlin, 1990. P. 54—65.
Johansson-Sjobeck M.-L, Larsson A. The effect of cadmium on the hematology and
activity of aminolevulinic acid dehydratase (ALA-D) in blood and hematopoietic tissues of
the flounder, Pleuronectes flesus L. // Environ. Res. 1978. Vol. 17. P. 191—204.
Johnson W. Endocrine control of hydromineral balance in teleosts // Amer. Zool. 1973.
Vol. 13. P. 799—821.
Jones D. R., Randall D. J. The respiratory and circulatory systems during exercise //
Fish phisiology. New York; London, 1978. Vol. 7. P 425—501.
Kamiya M., Utida S. Changes in activity of sodium-potassium activated adenosinetri-
phosphatase in gills during adaptation of the Japanese eel to sea watel* // Comp. Biochem.
Physiol. 1968. Vol. 26 P. 675—685.
189
Kapoor В. G., Smith H., Verigina I. A. The alimentary canal and digestion in tele-
osts // Adv. mar. biol. 1975. Vol. 13. P. 109—239.
Karlsson L. Gill morphology in the zebrafish, Brachydanio rerio (Hamilton—Bucha-
nan) // J. Fish Biol. 1983. Vol. 23. P. 511—524.
KurlssonrNorrgren L., Runn P., Haux C., Forlin L. Cadmium-induced changes in gill
morphology of zebrafish, Brachydanio rerio (Hamilton—Buchanan), and rainbow trout, Sal-
mo gairdneri Richardson // J. Fish Biol. 1985. Vol. 27. P. 81—95.
Karlsson-Norrgren L., Bjorklund K., Ljungberg O.t Runn P. Acid water and aluminum
exposure: experimentally induced gill lesions in brown trout, Salmo trutta L. // J. Fish Di-
seases. 1986a. Vol. 9. P. 11—25.
Karlsson-Norrgren L.t Dickson W., Ljungberg J., Runn P. Acid water and aluminum
exposure: gill lesions and aluminum accumulation in farmed brown trout, Salmo trutta L. //
J. Fish Diseases. 1986b. Vol. 9. P. 1—9.
Karnaky K. J. Ion-secreting epithelia: chloride cells in the head read region of Fundulus
heteroclitus // Amer. J. Physiol. 1980. Vol. 238. P. 189—198.
Karnaky K. J.t Ernst S. A., Philpott C. W. Teleost chloride cell. I. Response of pupfish
Cyprinodon variegatus gill Na-K-ATP-ase and chloride cell fine structure to various high
salinity environments // J. Cell Biol. 1976a. Vol. 70. P. 144—156.
Karnaky K. J., Kinter J. L., Kinter IV. B., Stirling С. E. Teleost chloride cell. II. Auto-
radiographic localization of gill Na, K-ATPase in killifish Fundulus heteroclitus adapted to
low and high salinity environment // J. Cell Biol. 1976b. Vol. 70. P. 157—177.
Karnaky К J., Fulkerson J. E., Garretson L. T. Teleost chloride cells can secrete chlo-
ride and exibit shallow or deep tight junctions // J. Cell Biol. 1985. Vol. 101. P. 103—111
Kumovs ky M. J., Revel J. P. Hexagonal pattern in tight junctions as revealed by neu-
tral lanthanum suspensions // J. Cell Biol. 1966. Vol. 31. P. 56A—57A.
Kuwahara T., Sasaki T., Higashi S. Intercellular junctions in chloride and pavement
cells of Oplegnethus fasciatus // J. Electron Microsc. 1982. Vol. 31. P. 162—170.
Kelso J. R. M.t Minns С. K., Gray J. E., Jones M. L. Acidification of surface water in
eastern Canada and its relationship to aquatic biota // Can. Spec. Publ. Fish. Aquat. Sci.
Ottawa, 1986. 42 p.
Kerstetter T H.t Keeler M. On the interaction of NH4 and Na fluxes in the isolated
trout gill // J. Exp. Biol. 1976. Vol. 64. P. 517—527.
Kerstetter T. H., Kirschner Z.. В. HCO3 dependent ATPase activity in the gills of rain-
bow trout (Salmo gairdneri) // Comp. Biochem. Physiol. 1974. Vol. 48B. P. 581—589.
Keys A. B. Chloride and water secretion and absorption by the gills of the eel // Z.
Vergl. Physiol. 1931. Vol. 15. P. 364—388.
Keys A., Willmer E. N. «Chloride secreting cells» in the gills of fishes, with special ref-
erence to the common eel //J. Physiol. 1932. Vol. 76. P. 368—378.
Kikuchi S. Mitochondria-rich (chloride) cells in the gill epithelia from four species of
stenohaline fresh water teleosts // Cell Tissue Res. 1977. Vol. 180. P. 87—98.
King A. S., King R. P., Hodges R., Henry J. Synaptic morphology of the carotid body
of the domestic fowl // Cell Tissue Res. 1975. Vol. 162. P. 459—473.
Kirschner L. B. The sodium chloride excreting cells in marine Vertebrates // Transport
of ions and water in epithelia. New York; London, 1977. P. 427—452.
Kirschner L B. Comparison of vertebrate salt excreting organs // Amer. J. Physiol. 1980.
Vol. 238. P. 219—223.
Kisie S. Mt Hughes G.M. Estimation of oxygen-duffusing capasity in the gills of diffe-
rent sizes of a tilapia, Oreochromis niloticus // J. Zool. 1992. Vol. 227. P. 405—415.
Kleinermun J.t Marchevsky A., Thornton J. Quantitative studies of APUD cells in air-
ways of rats. The effects of diethynitrosamine and NO2 // Amer. Rev. Respirat. Disease.
1982. P. 458—462.
Krogh A. Osmotic regulation in aquatic animals. Cambrige, 1939. 242 p.
Kuhn О., Koecke H. W. Histologische und cytologische Veranderungen der Fischkeime
nach einwirkung im Wasser enthaltener scadigender Substanzen // Z. Zellforsch. 1956. Bd 43.
S. 611—643.
Kyle J. Properties of the two polypeptides of sodium- and potassium-dependent adeno-
sine triphosphotase // J. Biol. Chem. 1972. Vol. 247. P. 7642—7647.
Lacroix G. L. Plasma ionic composition of the Atlantic salmon (Salmo salar), white su-
cker (Catostomus commersoni) and alewife (Alosa pseudoharengus) in some acid rivers in
Nova Scotia // Can. J. Zool. 1985. Vol. 63. P. 2254—2261.
190
Lacroix G. L., Gordon D. J., Johnston D. J. Effects of low environmental pH on the
survival, growth and ionic composition of post emergent Atlantic salmon (Salmo salar) //
Can. J. Fish. Aquat. Sci. 1985. Vol. 42. P. 768—775.
Lacroix G. L, Hood D. J., Berfry C. S., Rand T. G. Plasma electrolytes, gill aluminum
content and gill morphology of juvenile Atlantic salmon (Salmo salar) and brook trout (Salve-
linus fontinalis) indigenous to acidic streams of Nova Scotia // Can. J. Zool. 1990. Vol. 68.
P. 1270—1280.
Ladich F. Anatomie und Femstruktur der Pseudobranchie von Macropodes opercularis
(Anabantoidei, Teleostei) // Zool. Jb. Abt. Anat. und On tog. Tiere. 1987. Bd 115. S. 489—
505.
Laguesse E. Les «Stabchendrusenzellen» (M. Plehn) sont des Sporozoaires parasites //
Anat. Anz. 1906. Bd 28. S. 414—416.
Ixingdon J. Thorpe J. E. Response of the gill Na K + ATPase activity, succinic de-
hydrogenase activity and chloride cells to saltwater adaptation in Atlantic salmon, Salmo
salar L., par and smolt //J. Fish Biol. 1984. Vol. 24. P. 323—331.
Larmoyeux J. D., Piper R. G. Effects of water reuse on rainbow trout in hatcheries //
Progr. Fish Cult. 1973. Vol. 35. P. 2—8.
Laurent P. Gill internal morphology // Fish physiology. New York; London, 1984.
Vol. 10A. P. 73—183.
Laurent P., Dunel S. Morphology of gill epithelia in fish // Amer. J. Physiol. 1980.
Vol. 238. P. 147—159.
Laurent P.t Hebibi N. Gill morphometry and fish osmoregulation // Can. J. Zool. 1989.
Vol. 67. P. 3055—3063.
Laurent P., Perry S. Effect of cortisol on gill chloride cell morphology and ionic uptake
in freshwater trout, Salmo gairdneri // Cell Tissue Res. 1990. Vol. 259. P. 429—442.
Laurent P., Perry S. Environmental effects on fish gill morphology // Phvsipl. Zool.
1991. Vol. 64. P. 4—25.
Laurent P., Hobe H., Dunel-Erb S. The role of environmental sodium chloride relative
to calcium in gill morphology of freshwater salmonid fish // Cell Tissue Res. 1985. Vol. 240.
P 675—692.
Lauweryns J. M., Cokelaere M.t Theunynck P. Neuroepithelial bodies in the respira-
tory mucosa of various mammals // Z. Zellforsch. 1972. Vol. 135. P. 569—592.
Lauweryns J. M., Cokelaere M., Theunynck P. Serotonin producing neuroepithelial bo-
dies in rabbit respiratory mucosa // Science. 1973. Vol. 180. P. 410—413.
Ixadem T P., Campbell R D., Johnson D. S. Osmoregulatory responces to DDT and
varying salinities in Salmo gairdneri. I. Gill Na-K-ATPase // Comp. Biochem. Physiol. 1974.
Vol. 49A. P. 197—205.
Zxv R. M., Gerking S. D., Jezierska B. Electrolyte balance and energy mobilization in
acid-stressed rainbow trout, Salmo gairdneri, and their relation to reproductive success //
Environ. Biol. Fishes. 1983. Vol. 8. P. 115—123.
Legris G. J., Will P. C., Hopfer U. Effects of serotonin on ion transport in intestinal and
respiratory epithelium // Ann. N. Y. Acad. Sci. 1981. Vol. 372. P. 345—346.
Leino R. L. Ultrastructure of immature developing and secretory rodlet cells in fish //
Cell Tissue Res. 1974. Vol. 155. P. 367—381.
Leino R. L. Rodlet cells in the gill and intestine of Catostomus commersoni and Perea
flavescens: a comparison of their light and electron microscopic cytochemistry with that of
mucous and granular cell // Can. J. Zool. 1982. Vol. 60. P 2768—2782.
Leino R. L., McCormic J. H. Morphological and morphometrical changes in chloride
cells of the gills of Pimephales promelas after chronic exposure to acid water // Cell Tissue
Res. 1984. Vol. 236. P 121 — 128.
Leino R. L., McCormic J. H., Jensen К. M. Changes in gill histology of fathead min-
nows and yellow perch transferred to soft water or acidified soft water with particular ref-
erence to chloride cells // Cell Tissue Res. 1987a. Vol. 250. P. 389—399.
Leino R. L., Wilkinson P., Anderson J. G. Histopathological changes in the gills of
pearl dace, Semotilus margarita, and fathead minnows, Pimephales promelas, from expe-
rimentally acidified Canadian lakes 4 Can. J. Fish. Aquat. Sci. 1987b. Vol. 44. P. 126—
134.
Leivestad IL, Muniz L P. Fish kill at low pH »n a Norvegian river // Nature. 1976.
Vol. 2559. P. 391—392.
Lewis S. A. Control of Na+ and water absorption across vertebraie «tight» epithelia by
ADH and aldosterone // J. Exp. Biol. 1983. Vol. 106. P 9—24.
191
Likens G. E., Wright R. R, Galloway J. N., Butler T. J. Acid rain // Sci. Amer. 1979
Vol. 241. P. 39—47.
Lin С. K, Randall D. Evidence for the presence of an electrogenic proton pump on the
trout gill epithelium // J. Exp. Biol. 1991. Vol. 161. P. 119—134.
Liu С. K. Osmotic regulation and «chloride secretory» cells in the paradise fish Macro-
podus operculatus // Sinensia. 1942. Vol. 13. P. 15—20.
Loretz C. A., Bern H. A. Prolactin and osmoregulation in vertebrates // Neuroendo-
crinology. 1982. Vol. 35. P 292—304.
Lubin R. T., Rourke A. W., Bradley T. M. Ultrastructural alterations in branchial chlo-
ride cells of Atlantic salmon, Salmo salar, during parr-smolt transformation and early deve-
lopment in sea water // J. Fish Biol. 1989. Vol. 34. P. 259—272.
Lutz P. L Ionic and body compartment responces to increasing salinity on the perch
Perea fluviatilis // Comp. Biochem. Physiol. 1972. Vol. 42A. P. 711—717.
Lyons J. Effect of lethal acidity on plasma sodium concentrations in yellow perch (Perea
flavescens) from a naturally acidic and a naturally alkaline lake // Comp. Biochem. Phvsiol.
1982. Vol. 73A. P. 437—440.
MacKinnon M., Enesco H. E. Cell renewal in the fish Barbus conchonius // Can. J
Zool. 1980. Vol. 58. P. 650—653.
Madera J. L Tight junction dynamics: is paracellular transport regulated? // Cell. 1988.
Vol. 53. P. 497—498.
Mudsen S. Effect of repetitive cortisol and thyroxine injections on chloride cells number
and Na + -ATP-ase activity in gills of fresh water acclimated rainbow trout, Salmo gaird-
neri // Comp. Biochem. Physiol. 1990. Vol. 95A. P. 171 —175.
Maetz J. Fish gills: mechanism of salt transfer in fresh water and sea water // Phil.
Trans. Roy. Soc. London. 1971. Vol. 262. P. 209—249.
Maetz J. Branchial sodium exchange and ammonia excretion in the goldfish, Carassius
auratus. Effects of ammonia loading and temperature changes // J. Exp. Biol. 1972. Vol. 56.
P 601—620.
Maetz J. Na^/NHj, Na + /H+ exchanges and NH3 movement across the gill of Caras-
sius auratus // J. Exp. Biol. 1973. Vol. 58. P. 255—275.
Muctz J. Origine de la difference de potentiel dlectrique transhiale chez le poisson rouge
Carassius auratus. Importance de 1’ion Ca + + // C. R. Acad. sci. 1974. Vol. 279. P. 1277—
1280.
Maetz J., Bornancin M. Biochemical and biophysical aspects of excretion by chloride
cells in teleosts // Fortschr. Zool. 1975. Bd 23. S. 322—325.
Maetz J., Garcia-Romeu F. The mechanism of sodium and chloride uptake by the gills
of freshwater fish, Carassius auratus 1. Evidense for an independent uptake of sodium and
chloride ion // J. Gen. Physiol. 1964. Vol. 47. P. 1209—1227.
Maetz J., Bourquet J., Lahlough B., Hourdry J. Pettides neurohypophysaires et
osmoregulation chez Carassius auratus // Gen. Comp. Endocrinol. 1964. Vol.4. P. 508—
522.
Muetz J., Payan P.t De Renzis G. Controversial aspects of ionic uptake in freshwater
animals // Perspectives in experimental biology. Oxford; New York, 1976. Vol. 1. P. 77—92.
Majewsky H. S., Brown S., Evans R., Freeman H.t Klavekamp J. Responses of kid
ney, liver, muscle, and bone in Atlantic salmon (Salmo salar) to diet and liming in acidic
Nova Scotia rivers // Can. J. Fish. Aquat. Sci. 1990. Vol. 47. P. 2441—2450.
Mallatt J. Fish gill structural changes induced by toxicants and other irritants: a statis-
tical review // Can. J. Fish. Aquat. Sci. 1985. Vol. 42. P. 630—648.
Marshall W. C. Effects of hypophysectomy and ovine prolactin on the epithelial mucus-
secreting cells of the Pacific staghorn sculpin, Leptocottus armatus (Teleostei: Cottidae) //
Can. J. Zool. 1976. Vol. 54. P. 1604—1609.
Marshall W. S. On the involvement of mucous secretion in teleost osmoregulation //
Can. J. Zool. 1978. Vol. 56. P. 1088—1091.
Marshall W. S. Paracellular ion transport in trout opercular epithelium models osmore-
gulatory effects of acid precipitation // Can. J. Zool. 1985. Vol. 63. P. 1816—1822.
Martinez-Palomo A., Erlij D. Structure of tight junctions in epithelia with different per-
meability // Proc. Nat. Acad. Sci. USA. 1975. Vol. 72. P. 4487—4491.
Masoni A., Garcia-Romeu F. Accumulation and excretion of organic substances by the
branchial chloride cells in sea-water adapted eel (Anguilla anguilla L.) // Z. Zellforsch.
1972. Bd 133. S. 389—398.
192
Masoni A., Payan P. Urea, inulin and para-amino-hippuric acid (PAH) excretion by
the gills of the eel, Anguilla anguilla L. // Comp. Biochem. Physiol. 1974. Vol. 47A. P. 1241 —
1244.
Mattey D. L, Morgan M., Wright D. E. Distribution and development of rodlet cells in
the gills and pseudobranch of the bass, Dicentrachus labrax (L)// J. Fish Biol. 1979. Vol. 15.
P. 363—370.
Mattey D. L, Morgan M., Wright D. E. A scanning electron microscope study of the
pseudobranchs of two marine teleosts // J. Fish Biol. 1980. Vol. 16. P. 331—343.
Matthej J. A., Sprangers J. A. P. The site of prolactin secretion in the adenohypophysis
of the stenohaline teleost, Anoptichthys jordan!, and the effects of fish hormone on mucous
cells // Z. Zellforsch. 1969. Bd 99. S. 411—419.
Mayberry L. F., Marchiondo A. A., Ubelaker J. E., Kazic D. Rhabdospora thelohani
Laguesse, 1895 (Apicomplexa): new host and geographic records with taxonomic consi-
derations // J. Protozool. 1979. Vol. 26. P. 168—178.
M ay er ~G os tan N., Bornancin M.t De Renzis G., Naon R., Ye J. A.t Shew R. L.,
Pang P. К T. Ex train testinal calcium uptake in the killifish, Fundulus heteroclitus //J. Exp.
Zool. 1983. Vol. 227. P. 329—338.
McBride R. K., Richards B. D. The effects of some herbicides and pesticides on sodium
uptake by isolated perfused gills from the carp, Cyprinus carpio // Comp. Biochem. Physiol.
1975. Vol. 51 С. P. 105—110.
McCahon С. P., Pascoe D., McKavanagh C. Histochemical observations on the salmo-
nids Salmo trutta L. and the ephemeropterans Baetis rhodani (Pict) and Ecdyonuurus veno-
sus (Fabr) following a simulated episode of acidity in an upland stream // Hydrobiologia.
1987. Vol. 153. P. 3—12.
McCormic S. D. Cortisol directly stimulated differentiation of chloride cells in tilapia
opercular membranes // Amer. J. Physiol. 1990. Vol. 259. P. 857—863.
McCormic J. H., Jensen K. M.t Leino R. L Survival, blood osmolarity, and gill mor-
phology of juvenile yellow perch, rock bass, black crappie and largemouth bass exposed to
acidified soft water // Trans. Amer. Fish. Soc. 1989. Vol. 118. P. 386—399.
McDonald D. G. The interaction of environmental calcium and low pH on the physio-
logy of the rainbow trout Salmo gairdneri. I. Branchial and renal net ion and H+ fluxes //
J. Exp. Biol. 1983. Vol. 102. P. 123—140.
McDonald D. G., Prior E. T. Branchial mechanisms of ion and acid base regulation in
the freshwater rainbow trout, Salmo gairdneri // Can. J. Zool. 1988 Vol. 66. P. 2699—
2708.
McDonald D. G., Rogano M. S. Ion regulation by the rainbow trout, Salmo gairdneri,
in ion-poor water // Physiol. Zool. 1987. Vol. 59. P. 318—331.
McDonald D. G., Wood С. M. Branchial and renal acid and ion fluxes in the rainbow
trout, Salmo gairdneri, at low environmental pH // J. Exp. Biol. 1981. Vol. 93. P. 101 —
118.
McDonald D. G., Hobe H., Wood С. M. The influence of calcium on the physiological
responses of the rainbow trout, Salmo gairdneri, to low environmental pH // J. Exp. Biol.
1980. Vol. 88. P. 109—131.
McDonald D. G., Reader J. P., Dalziel T. R. К The combined effects of pH and trace
metals on fish ionoregulation // Acid toxicity and aquatic animals. Cambridge, 1989. P. 221 —
242.
McDonald D. G., Freda J., Cavdek И, Gonzalez R., Zia S. Interspecific differences in
gill morphology of freshwater fish in relation to tolerance of low pH environments // Physiol.
Zool. 1991a. Vol. 64. P. 124—144.
McDonald D. G., Wood С. M., Rhem R. G., Muller M. E., Mount D. R., Berg-
man H. L. Nature and time course of acclimation to aluminum in juvenile brook trout (Salve-
linus fontinalis). I. Physiology // Can. J. Fish. Aquat. Sci. 1991b. Vol. 48. P. 2006—2015.
McKeown B. A., Green G. U., Watson T. A., Powell J. F., Parker D. B. The effect of
pH on plasma electrolytes, carbonic anhydrase and ATPase activities in rainbow trout (Salmo
gairdneri) and largescale suckers (Catostomus macrocheilus) // Comp. Biochem. Physiol.
1985. Vol. 80A. P 507—514.
McWilliams P. W. Effects of pH on sodium uptake in norwegian brown trout (Salmo
trutta) from an acid river //J. Exp. Biol. 1980. Vol. 88. P. 259—267.
McWilliams P. W. An investigation of the loss of bound calcium from the gills of the
brown trout, Salmo trutta, in acid media // Comp. Biochem. Physiol. 1983i Vol. 74A. P 107—
116.
13 в. E. Матей
193
Milligan C. L., Wood С. M. Disturbances in haematology, fluid volume distribution and
circulatory function associated with low environmental pH in rainbow trout, Salmo gaird-
neri // J. Exp. Biol. 1982. Vol. 99. P. 397—415.
Morgan M. Development of secondary lamellae of the gills of the trout, Salmo. gairdneri
(Richardson) // Cell Tissue Res. 1974. Vol. 151. P 509—523.
Morgan M., Tovell P. W. The structure of the gill of the trout, Salmo gairdneri R. //
Z. Zellforsch. 1973. Bd 142. S. 147—162.
Morrison С. M. A dense cell in the epithelium of the gill lamellae of the brook trout,
Salvelinus fontinalis (Mitchill) // J. Fish Biol. 1979. Vol. 15. P. 601—605.
Morrison С. M., Odense P. H. Distribution and morphology of the rodlet cell in fish //
J. Fish. Res. Board Can. 1978. Vol. 35. P. 101 — 116.
Mourier J. P. Structure fine de Rhabdospora thelohani Henneguy, protiste parasite de
Gasterosteus aculeatus L. // Z. Parasitenk. 1970. Vol. 34. P. 198—206.
Mueller M. E., Sanchez D. A., Bergman H. L., McDonald D. G.t Rhem R. G.,
Wood С. M. Nature and time course of accumulation to aluminum in juvenile brook trout
(Salvelinus fontinalis). II. Gill histology // Can. J. Fish. Aquat. Sci. 1991. Vol. 48. P. 2016—
2027.
Muniz I. P. The effects of acidification on Scandinavian freshwater fish fauna // Phil.
Trans. Roy. Soc. London. 1984. Vol. 305B. P. 517—528.
Muniz I. P., Leivestad H. Acidification — effects on freshwater fish // Proc, intern,
conf. ecol. impact of acid precipitation. Norway SNSF proj. ISBN 82-90376-07-3. Aas, 1980.
P. 84—92.
Nakao T. Electron microscopic studies of coated membranes in two types of gill epithelial
cells of lamprey // Cell Tissue Res. 1977. Vol. 178. P. 385—396.
Narasimham C., Parvatheswarao V. Adaptations to osmotic stress in a fresh-water eury-
haline teleost, Tilapia mossambica. X. Role of mucopolysaccharides // Acta hystochem. 1974.
Vol. 15. P. 37—49.
Neville С. M. Pentilatory response of rainbow trout (Salmo gairdneri) to increased H +
ion concentration in blood and water // Comp. Biochem. Physiol. 1979. Vol. 63A. P. 373—
376.
Neville С. M. Physiological response of juvenile rainbow trout, Salmo gairdneri, to acid
water and aluminum — prediction of field responses from laboratory data // Can. J. Fish.
Aquat. Sci. 1985. Vol. 42. P. 2004—2019.
Nichols D. J., Huntly P. Cortisol kinetics and plasma protein binding in acid stressed
trout // J. Endocrinol. 1986. Vol. 111. P. 113.
Nicoll C. S. Role of prolactin in water and ion balance in vertebrates // Prolactin. New
York, 1981. P. 127—166.
Nicoll C. S., Wilson S. W., Nishioka R. S., Bern H. A. Blood and pituitary prolactin
levels in tilapia from different salinities as measured by a homologous radioimmunoassay //
Gen. Comp. Endocrinol. 1981. Vol. 44. P. 365—373.
Nieminen M., Korhonen I., Lattinen M. Effects of pH on the gill ATP-ase activity and
blood composition of white fish (Coregonus peled) and trout (Salmo trutta Fario) // Comp.
Biochem. Physiol. 1982. Vol. 72A. P. 637—642.
Nilsson S. Innervation and pharmacology of the gills // Fish physiology. New York;
London, 1984. Vol. 10A. P 185—227.
Norey C. G., Brown M. W., Cryer A., .Kay J. A comparison of the accumulation, tissue
distribution and secretion of cadmium in different species of freshwater fish // Comp. Bio-
chem. Physiol. 1990. Vol. 96C. P. 181 — 184.
Norton S. A. The effects of acidification on the chemistry of ground and surface wa-
ters // Acid rain /fisheries. Bethesda (Maryland), 1984. P. 93—102.
Norton S. A. A review of the chemical record in lake sediment of energy related air
pollution and its effects on lakes // Water, Air, Soil Pollut. 1986. Vol. 30. P. 331—345.
Norton S. A., Dillon P. J., Evans R. D., Mierle G., Kahl J. S. The history of atmo-
spheric deposition of Cd, Hg and Pb in North America: Evidence from lake and peat
bog sediments // Sources, deposition and canopy interactions. Berlin, 1990. Vol. 3. P. 73—
102.
Notter M. E D., Mudge J. E., Neff W. H., Anthony A. Cytophotometric analysis of RNA
changes in prolactin and Stannius corpuscles cells of acid-stressed brook trout // Gen. Comp.
Endocrinol. 1976. Vol. 30. P. 273—284.
Nowak B. Histological changes in gills induced by residuces of endosulfan // Aquat.
Toxicol. 1992. Vol. 23. P 65—84.
194
Ogasawara T., Hirano T. Effects of prolactin and environmental calcium on osmotic
water permeability of the gills in the eel, Anquilla japonica // Gen. Comp. Endocrinol. 1984.
Vol. 53. P. 315—324.
Ogawa M. The effects of bovine prolactin, sea water and environmental calcium on water
influx in isolated gill of the euryhaline teleosts, Anguilla japonica and Salmo gairdneri //
Comp. Biochem. Physiol. 1974. Vol. 49A. P. 545—554.
Oikari A. Ionic and osmotic balance in the pike, Esox lucius L., in fresh and brackish
water // Ann. zool. fenn. 1978. Vol. 15. P. 84—89.
Olivereau M. Reaction des cellules a chlorures de la branchie aprds passage en eau de
mer chez 1’anguille europeenne // C. r. Soc. biol. 1970. Vol. 164. P. 1951 —1955.
Olivereau M., Olivereau J. Influence de Thypophysectomie et d’un traitement prolacti-
nique sur les cellules a mucus de la branchie chez Г anguille // C. r. Soc. biol. 1971. Vol. 165.
P. 2267—2271.
Olson K. R., Fromm O. A scanning electron microscopic study of secondary lamellae
and chloride cells of rainbow trout (Salmo gairdneri) // Z. Zellforsch. 1973. Bd 143. S. 439—
449.
Orci L, Matter A., Roniller Ch. A comparative study of freezetch replicas and thin
sections of rat liver // J. Ultrastruct. Res. 1971. Vol. 35. P. 1 — 19.
Oronsaye J. A., Brafield A. E. The effect of dissolved cadmium on the chloride cells of
the gills of the stickleback, Gasterosteus aculeatus L. // J. Fish Biol. 1984. Vol. 25. P. 253—
258.
Packer R. K. Acid-base balance and gas exchange in brook trout (Salvelinus fontinalis)
exposed to acid environments // J. Exp. Biol. 1979. Vol. 79. P. 127—134.
Packer R. K., Dunson W. A. Effects of low environmental pH on blood pH and sodium
balance of brook trout // J. Exp. Zool. 1970. Vol. 174. P. 65—72.
Packer R. K., Dunson W. A. Anoxia and sodium loss associated with the death of brook
trout at low pH // Comp. Biochem. Physiol. 1972. Vol. 41 A. P. 17—26.
Pagenkopf G. K. Gill surface interaction model for trace-metal toxicity to fishes: Role
of complexation, pH and water hardness // Environ. Sci. Technol. 1983. Vol. 17. P. 342—
347.
Pang P. К. T. Osmoregulatory functions of neurohypophyseal hormones in fishes and
amphibians // Amer. Zool. 1977. Vol. 17. P. 739—749.
Pang P. K. T.t Pang R. fC Hormones and calcium regulation in Fundulus heteroclitus //
Amer. Zool. 1986. Vol. 26. P. 225—234.
Parry Q. Osmotic adaptation in fishes // Biol. Rev. 1966. Vol. 41. P. 392—444.
Part P., Lock R. A. C. Diffusion of calcium, cadmium and mercury in a mucous solution
from rainbow trout // Comp. Biochem. Physiol. 1983. Vol. 76C. P. 259—263.
Part P., Norrgren L, Bergstrom E.t Sjoberg P. Primary cultures of epithelial cells from
rainbow trout gills //J. Exp. Biol. 1993. Vol. 175. P. 219—232.
Pasztor V. M., Kleerekoper H. The role of the gill filament musculature in teleosts //
Can. J. Zool. 1962. Vol. 40. P. 785—802.
Payan P. A study of the Na^/NHj exchange across the gill of trout (Salmo gaird-
neri) //J. Comp. Physiol. 1978. Vol. 124. P. 181 — 188.
Payan P., Mayer-Gostan N.t Pang P. К. T. Site of calcium uptake in the fresh water
trout gill // J. Exp. Zool. 1981. Vol. 3. P 345—347.
Payan P., Girard J. P., Mayer-Gostan N. Branchial ion movements in Teleosts: the ro-
les of respiratory and chloride cells // Fish physiology. New York; London, 1984. Vol. 10B.
P 39—64.
Peek W. D., Youson J. H. Transformation of the interlamellar epithelium of the gills of
the anadromous sea lamprey, Petromyzon marinus L., during metamorphosis // Can. J. Zool.
1979. Vol. 57. P. 1318—1332.
Peleteiro M. C., Richards R. H. Immunocytochemical studies on immunoglobulin-con-
taining cells in the epidermis of rainbow trout, Salmo gairdneri R.: influence of bath vacci-
nation // J. Fish Biol. 1988. Vol. 32. P. 845—858.
Pequignot J. Effect de differents toxiques (Pb, Cu, Formol, NH4) chez la carpe:
alterations histologiques des organes excreteurs et hematopoietiques // J. eur. toxicol. 1975.
Vol. 8. P. 361—369.
Perry S. E, Laurent P. Adaptational responses of rainbow trout to lowered external NaCl
concentration: contribution of the branchial chloride cell // J. Exp. Biol. 1989. Vol. 147. P. 147—
168.
1Q5
13*
Perry S. F., Randall D. J. Effects of amiloride and SITS on branchial ion fluxes in
rainbow trout, Salmo gairdneri // J. Exp. Biol. 1981. Vol. 215. P. 225—228.
Perry S. F, Walsh P. Metabolism of isolated fish gill cells: contribution of epithelial
chloride cells // J. Exp. Biol. 1989. Vol. 144. P 507—520.
Perry S. F, Wood С. M. Kinetics of branchial calcium uptake in the rainbow trout: Ef-
fects of acclimation to various external calcium levels // J. Exp. Biol. 1985. Vol. 116. P. 411 —
433.
Peterson R. H., Daye P. G., Lacroix G. L, Garside E. T. Reproduction in fish expe-
riencing acid and metal stress // Acid rain/fisheries. Bethesda (Maryland), 1982. P. 177—
196.
Petrik P. The demonstration of chloride ions in the chloride cells of the gills of eels
(Anguilla anguilla L.) adapted to seawater // Z. Zellforsch. 1968. Bd 92. S. 422—427.
Philpott C. W. Functional implications of the cell surface: the plasmalemma and surface-
associated polyanions // Ciba Found. Study Group. 1968. Vol. 32C. P. 109—116.
Philpott C. W. Tubular system membranes of teleost chloride cells: osmotic response and
transport sites // Amer. J. Physiol. 1980. Vol. 238. p. 171 —184.
Piiper J., Scheid P. Physical principles of respiratory gas exchange in fish gills // Gills.
Lindon; New York, 1982. P. 45—61.
Pisam M. Membranous systems in the «chloride cell» of teleostean fish gill: their modifi-
cations in response to the salinity of the environment // Anat. Rec. 1981. Vol. 200. P. 401 —
414.
Pisani M.t Sardet Ch., Maetz J. Polysaccharidic material in chloride cell of teleostean
gill: modification according to salinity // Amer. J. Physiol. 1980. Vol. 238. P. 213—218.
Pisani M.t Chretien M.t Rambourg A., Clermont Y. Two anatomical pathways for the
renewal of surface glycoproteins in chloride cells of fish gills // Anat. Rec. 1983. Vol. 207.
P. 385—397.
Pisam M.t Caroff A., Rambourg A. Two types of chloride cells in the gill epithelium of
a freshwater-adapted euryhaline fish Lebistes reticulatus: their modifications during adapta-
tion to saltwater // Amer. J. Anat. 1987. Vol. 179. P. 40—50.
Pisam M., Prunet P., Boeuf G., Rambourg A. Ultrastructural features of chloride cells
in the gill epithelium of the Atlantic salmon, Salmo salar, during smoltification // Amer.
J. Anat. 1988. Vol. 183. P. 235—244.
Playle R. C., Goss G. G., Wood С. M. Physiological disturbances in rainbow trout (Sal-
mo gairdneri) during acid and aluninum exposures in soft water of two calcium concen-
trations // Can. J. Zool. 1989. Vol. 67. P. 314—324.
Playle R. C., Gensemer R. W., Dixon D. G. Copper accumulation on gills of fathead
minnows: influence of water hardness, complexation and pH of the gill micro-environment //
Environ. Toxicol. Chem. 1992. Vol. 11. P. 381—391.
Plehn M. Uber eigentiimliche Driisenzellen im Gefassystem und in anderen Organen
bei Fischen // Anat. Anz. 1906. Vol. 28. P. 192—203.
Plonka A. C., Neff W. H. Mucopolysacharide histochemistry of gill epithelial secretions
in brook trout exposed to acid pH // Proc. Pa Acad. Sci. 1969. Vol. 43. P. 53—55.
Potts W. T W. Fish gills // Transport of ions and water in epithelia. New York; San
Francisco, 1977. Vol. 4. P. 453—480.
Price J. W. Growth and gill development in the smallmouth black bass Micropterus dolo-
mei /7 Contr. Franz. Theodore Stone Lab. 1931. Vol. 4. P. 1—46.
Primett D. R.t Randall D. J., Mazeaud M. , Boutlier R. B. The role of catecholamines
in erythrocyte pH regulation and oxygen transport in rainbow trout, Salmo gairdneri during
exercise /7 J. Exp. Biol. 1986. Vol. 122. P. 139—148.
Rahim S., Delaunoy J. P., Laurent P. Identification and immunocytochemical localiza-
tion of two different carbonic anhydrase isoenzymes in teleostean fish erythrocytes and gill
epithelia // Histochemistry. 1988. Vol. 89. P. 451—459.
Rambourg A., Leblond С. P. Electron microscope observations on the carbohydrate
rich cell coat piesent at the surface of cells in the rat // J. Cell Biol. 1967. Vol. 32. P. 27—
53.
Randall D. J. The circulatory system // Fish physiology. New York; London, 1979.
Vol. 4. P. 133—172.
Randall D. J., Daxboeck C. Oxygen and carbon dioxide transfer across fish gills // Fish
physiology. New York; London, 1984. Vol. 10A. P. 263—314.
Randall D. J.t Wright P. A. The interaction between carbon dioxide and ammonia ex-
cretion and water pH in fish // Can. J. Zool. 1989. Vol. 67. P 2936—2942.
196
Ruth S., Misra B. N. Sublethal effects of dichlovos (DDVP) on respiratory metabolism
of Tilapia mossambica Peters of 3-age groups // Exp. Gerontol. 1979. Vol. 14. P. 37—41
Reid S. D. Gill-metal interactions in rainbow trout (Oncorhynchus mykiss): Philos. Dr
thesis. Hamilton (Ontario), 1989. 172 p.
Reid S. D., McDonald D. G., Rhem R. Acclimation to sublethal aluminum: modifica-
tions of metal-gill surface interactions of juvenile rainbow trout (Oncorhynchus mykiss) //
Can. J. Fish. Aquat. Sci. 1991. Vol. 48. P. 1996—2005.
Richman N. H., Zaugg W S. Effects of cortisol and growth hormone on osmoregulation
in pre- and desmoltified coho salmon (Oncorhynchus kisutch) // Gen. Comp. Endocrinol.
1987. Vol. 65. P. 189—198.
Richmonds C., Dutta H. M. Histopathological changes induced by malation in the gills
of bluegill Lepomis macrochirus // Bull. Environ. Contam. Toxicol. 1989. Vol. 43. P. 123—
130.
Rombough P. J., Garside E. T. Disturbed ion balance in alevins of Atlantic salmon, Sal-
mo salar, chronically exposed to sublethal concentrations of cadmium // Can. J. Zool. 1984.
Vol. 62. P. 1442—1450.
Rombough P. J., Ure D. Pardoning of oxygen uptake between cutaneous and branchial
surfaces in larval and young juvenile chinook salmon Oncorhynchus tshawytscha // Physiol.
Zool. 1991. Vol. 64. P. 717—727.
Rosseland В. O., Henriksen A. Acidification in Norway — loss of fish populations and
the 1000-lake survey 1986 // Sci. Total Environ. 1990. Vol. 96. P. 45—65.
Rosseland В. O., Eldhuset T. D., Staurnes M. Environmental effects of aluminium 11
Environ. Geochem. Health. 1990. Vol. 12. P. 17—27.
Rosseland B. ()., Blakar I.A., Bulger A., Kroglund F., Kvellstad A., Lydersen E.,
Oughton D. H,, Salbu B., Staurnes M., Vogt R. The mixing zone between limed and acidic
river waters: complex aluminium chemistry and extreme toxicity for salmonids // Environ.
Pollut. 1992. Vol. 78. P. 3—8.
Salman N., Eddy F. B. Responce of chloride cell numbers and gill Na/K ATPase activi-
ty of freshwater rainbow trout to salt feeding // Aquaculture. 1987. Vol. 51. P. 41—48.
Sandor T., Dibattista J. A., Mehdi Afral Z. Glucocorticoid receptors in the gill tissue
of fish // Gen. Comp. Endocrinol. 1984. Vol. 53. P. 353—364.
Sardet C. Freeze fracture of the gill epithelium of euryhaline teleost fish // Amer. J.
Physiol. 1980. Vol. 238. P. 207—212.
Sardet C.t Pisam M., Maetz J. The surface epithelium of teleostean fish gills. Cellular
and functional adaptations of the chloride cell in relation to salt adaptations //J. Cell Biol.
1979. Vol. 80. P 96—117.
Sargent J. R., Thomson A. J., Bornancin M. Activities and localization of succinic de-
hydrogenase and Na+ /K +-activated adenosine triphosphotase in gills of freshwater and sea
water eels (Anguilla anguilla) // Comp. Biochem. Physiol. 1975. Vol. 51 В. P. 75—79.
Sargent J. R., Pirie B. J. S., Thomson A. J., George S. G. Structure and function of
chloride cells in the gills of Anguilla anguilla // Physiol, and behav. mar. org.: Proc. 1 2th
eur. symp. mar. biol. Oxford, 1978. P. 123—132.
Schneeberger E. E.t Lynch R. D. Tight junctions, their structure, composition and func-
tion // Circ. Res. 1984. Vol. 55. P. 723—733.
Schoffeniels E. Effects of inorganic ions on the activity of L glutamic acid dehydro-
genase // Sci. Life. 1964. Vol. 3. P 845—850.
Schofield C. Effects of acid precipitation on fish // Conf, effects of acid precip. Tele-
mark, Norway, June 14—19. Oslo, 1976. P. 20.
Shepard K. L. The influence of mucus on the diffusion of ion across the esophagus of
fish // Physiol. Zool. 1982. Vol. 55. P. 23—34.
Shirai N. Electron-microscopic localization of sodium ions and localization of succinic
dehydrogenase and Na+ +-activated adenosinetriphosphotase in the gills of fresh water
and sea water eels (Anguilla japonica)// J. Fac. Sci. Univ. Tokvo. 1972. Vol. 4. P. 385—
408.
Shirai N., Utida S. Development and degeneration of the chloride cell during seawater
and freshwater adaptation of the Japanese eel // Z. Zellforsch. 1970. Bd 103. S. 247—264.
Skidmore J. F. Respiration and osmoregulation in rainbow trout with gills damaged by
zinc sulfate // J. Exp. Biol. 1970. Vol. 52. P. 481- 494.
Skidmore J. F, Tovell P. W. Toxic effects of zinc sulfate on the gills of rainbow trout //
Water Res. 1972. Vol. 6. P. 217—230.
Skjelkvale B. L., Wright R. F. Overview of areas for Western Eurdpe. Sensitive to acidi
197
fication // Proc. 5th Meet. Progr. Task Force, Freiburg, FRG, oct. 1989. Berlin, 1990.
P 15—34.
Slonim A. R. Acute toxicity of beryllium to the common guppy //J. Water Pollut. Contr
Fed. 1973. Vol. 45. P. 2110—2122.
Slonim Ch.B.t Slonim A. R. Effect of water hardness on the tolerance of the guppy to
beryllium sulfate // Bull. Environ. Contam. Toxicol. 1973. Vol. 10. P. 295—301.
Smith H. The excretion of ammonia and urea by the gills of fish //J. Biol. Chem. 1929.
Vol. 81. P. 729—742.
Smith H. W. The absorption and excretion of water and salt by marine teleosts // Amer.
J. Physiol. 1930. Vol. 93. P. 485—505.
Smith H. W. From fish to philosopher. Boston, 1953. 264 p.
Smith L. S. Introduction to fish physiology. Washington, 1982. 120 p.
Solomon R. J., Silva P., Berd J. R., Epstein F. H. Thiocyonate inhibition of ATPase
and its relation to anion transport // Amer. J. Physiol. 1975. Vok 229. P. 801—806.
Soving-Pang S., Fenwick J. C. Relationship between net Ca4' influx across a perfused
isolated eel gill and the development of post stanniectomy hypercalcemia // J. Exp. Zool
1974. Vol. 20. P. 259—264.
Spry D. J., Wiener J. G. Metal bioavailability and toxicity to fish in low-alkalinity lakes:
a critical review // Environ. Pollut. 1991. Vol. 71. P. 243—304.
Spry D. J., Wood С. M. Zinc influx across the isolated, perfused head preparation of
the rainbow trout (Salmo gairdneri) in hard and soft water // Can. J. Fish. Aquat. Sci. 1988.
Vol. 45. P. 2206—2215.
Spry D. J., Wood С. M., Hodson P. V. The effects of environmental acid on freshwater
fish with particular reference to the softwater lakes in Ontario and the modifying effects of
heavy metals: A literature review // Can. Tech. Rep. Fish. Aquat. Sci. N 999. Ottawa, 1988.
51 p.
Staurnes Sigholt T., Reite О. B. Reduced carbonic anhydrase and Na-K-ATPase
activity in gills of salmonids exposed to aluminium-containing acid water // Experientia.
1984. Vol. 40. P. 226—227.
Steene J. B., Kruysse E. The respiratory function of teleostean gills // Comp. Biochem.
Physiol. 1964. Vol. 12A. P. 127—142.
Steinmetz P. R. Cellular organization of urinary acidification // Amer. J. Physiol. 1986.
Vol. 251. P 173—187.
Stripp R. A., Heit M.t Rogen D. C., Bidanset J., Frombetta L. Trance element accu-
mulation in the tissues of fish from lakes with different pH values // Water, Air, Soil Pollut.
1990. Vol. 51. P. 75—87.
Suzuki R.t Kishidu M., Ogasawara T., Hasegawa S., Hirano T Prolactin and growth
hormone secreting during long-term incubation of the pituitary pars distalis of mature chum
salmon, Oncorhynchus keta // Gen. Comp. Endocrinol. 1987. Vol. 68. P. 76—81.
Taxi J. Ultrastructural data on the cytology and cytochemistry of the autonomic nervous
system // Phil. Trans. Roy. Soc. London. 1971. Vol. 261 В. P. 311—312.
Threadgold L. T. The ultrastructure of the animal cell. London, 1976. 202 p.
Tietge J. E., Johnson R. D., Bergman H. L. Morphometric changes in gill secondary
lamellae of brook trout (Salvelinus fontinalis) after long-term exposure to acid and alumi-
nium // Can.J. Fish. Aquat. Sci. 1988. Vol. 45. P 1643—1648.
Tondeur F., Sargent J. R. Biosynthesis of macromolecules in chloride cells in the gill of
the common eel, Anquilla anquilla, adapting to sea water // Comp. Biochem. Physiol. 1979.
Vol. 62B. P. 13—16.
Tranzer J. P., Richards J. G. Ultrastructural cytochemistry of biogenic amines in nerv-
ous tissue: methodologic improvements // J. Histochem. Cytochcm. 1976. Vol. 24. P. 1178—
1193.
Ultsch G. R., Gros G. Mucus as a diffusion barrier to oxygen: possible role in O2 uptake
at low pH in carp (Cyprinus carpio) gills // Comp. Biochem. Physiol. 1979. Vol. 62A. P. 685—
689.
Ultsch G., Ott M., Heisler N. Standard metabolic rate, critical oxygen tension and aero-
bic scope for spontaneous activity of trout (Salmo gairdneri) and carp (Cyprinus carpio) in
acidified water // Comp. Biochem. Physiol. 1980. Vol. 60C. P. 187—191.
Ultsch G. R.t Ott M. E., Heisler N. Acid-base and electrolyte status in carp (Cyprinus
carpio) exposed to low environmental pH // J. Exp. Biol. 1981. Vol. 93. P. 65—80.
Verdugo P. Goblet cells secretion and mucogenesis // Ann. Rev. Physiol. 1990. Vol. 52.
P 157—176.
198
Vesely J., Benes P., Sevcik K. Occurence and speciation of beryllium in aridifiPd frA^h-
waters // Water Res. 1989. Vol. 23. P. 711-717. acidified fresn
Wagh S. S., Shareef K., Shaikh S. Acute toxicity of cadmium sulphate to Barbus licto
(Ham): effect on oxygen consumption and gill histology //J. Environ Biol 19Я5 Vni 6
P 287—293.
Walker R. L., Wood С. M., Bergman H. L. Effects of low pH and aluminum on venti-
lation in the brook trout (Salvelinus fontinalis) // Can. J. Fish. Aquat. Sci 1988 Vol 45
P 1614-1622.
Walker R. L., Wilkes P. R., Wood С. M. The effects of hypersaline exposure on oxy-
gen-affinity of the blood on the freshwater teleost Catostomus commersoni // J Exo Biol
1989. Vol. 142. P. 125—142.
Walker R. L., Wood C. M., Bergman H. L. Effects of long-term preexposure to suble-
thal concentrations of acid and aluminium on the ventilatory response to aluminium challenge
in brook trout (Salvelinus fontinalis) // Can. J. Fish. Aquat. Sci. 1991. Vol. 48. P. 1989—1995.
Wedemeyer G. A., Meyer F. P., Smith L. Environmental stress and fish diseases. Wa-
shington, 1976. 126 p.
Weisbart M., Feiner D. Subletal effect of DDT on osmotic and ionic regulation by the
goldfish Carassius auratus // Can. J. Zool. 1974. Vol. 52. P. 739—744.
Wendelaar Bonga S. E. The effects of changes in external sodium, calcium and magne-
sium concentrations on prolactin cells, skin and plasma electrolytes of Gasterosteus aculea-
tus // Gen. Comp. Endocrinol. 1978. Vol. 34. P. 265—275.
Wendelaar Bonga S. E., Dedereu L U. T. Effects of acidified water on fish // Endea-
vour. 1986. Vol. 10. P. 198—202.
Wendelaar Bonga S. E., Meij J. C. A. van der. Effect of ambient osmolarity and calci-
um on prolactin cell activity and osmotic permeability of the gill in the teleost, Sarotherodon
mossambicus // Gen. Comp. Endocrinol. 1981. Vol. 43. P. 432—442.
Wendelaar Bonga S. E., Greve n I. A. A., Veenhuis M. The relationship between the
ionic composition of the environment and the secretory activity of the endocrine cell types
of Stannius corpuscles in the teleost Gasterosteus aculeatus // Cell Tissue Res. 1976. Vol. 175.
P 297—312.
Wendelaar Bonga S. E., Meij J. C. A. van der, Flik G. Prolactin and acid stress in the
teleost Oreochromis (formerly Sarotherodon) mossambicus // Gen. Comp. Endocrinol. 1984.
Vol. 55. P. 323—332.
Wendelaar Bonga S. E., Flik G., Balm P. H. M., Meij J. C. van der. The ultrastruc-
ture of chloride cells in the gills of the teleost Oreochromis mossambicus during exposure to
acidified water // Cell Tissue Res. 1990a. Vol. 259. P. 575—585.
Wendelaar Bonga S. E., Flik G., Velden J. A. van der, Kolar Z. Prolactin cell activity
and sodium balance in the acid-tolerant mudminnow Umbra pygmaea in acid and neutral
water // Gen. Comp. Endocrinol. 1990b. Vol. 78. P. 421—432.
Westernhagen H., Dethlefsen V., Rosenthal H. Correlation between cadmium concen-
tration in the water and tissue residue levels in dab, Limanda limanda, and plaice, Pleuro-
nectes platessa // J. Mar. Biol. Assoc. U. K. 1980. Vol. 60. P. 45—58.
Wiebe A., McGavock A., Fulmer A., Markus H. The ability of freshwater fish to extract
oxygen at different hydrogen ion concentrations // Physiol. Zool. 1974. Vol. 7. P. 435—
448.
Wiener J. G. Metal contamination of fish in low-pH lakes and potential implications for
piscivorous wildlife // Trans. North Amer. Wild Nat. Resources Conf. 1987. Vol. 52. P. 645—
657.
Wiersma C A. Reflexes and the central nervous system // The physiology of Crustacea.
London, 1961. Vol. 2. P. 241—279.
Wilkes P. R. H., McMahon B. R. Responses of a stenohaline freshwater teleost (Cato-
stomus commersoni) to hypersaline exposure. I. The dependence of plasma pH and bicar-
bonate concentration on electrolyte regulation // J. Exp. Biol. 1986. Vol. 121. P 77—94.
Williams D. R., Giesy J. P. Jr. Relative importance of food and water sources to cadmi-
um uptake by Gambusia affinis (Poecillidae) // Environ. Res. 1978. Vol. 16. P 326—332.
Witters H. E. Acute acid exposure of rainbow trout Salmo gairdneri Richardson: effects
of aluminium and calcium on ion balance and haematology // Aquat. Toxicol. 1986. Vol. 8.
P 197-210.
Witters H. E., Puymbroeck S. van, Den Sande I. van, Vanderborght O. L. Haemato-
logical disturbances and osmotic shifts in rainbow trout, Oncorhynchus mykiss (Walbaum)
under acid and aluminium exposure //J. Comp. Physiol. 1990. Vol. 160. P 563—571.
199
Witters H. E., Puymbroeck S. V., Vanderborgth L J. Branchial and renal fluxes and
transepithelial electrical potential differences in rainbow trout, Oncorhynchus mykiss: effects
of aluminium at low pH // Environ. Biol. Fishes. 1992. Vol. 34. P. 197—206.
Wood С. M., McDonald D. G. Physiological mechanisms of acid toxicity to fish // Acid
rain/fisheries. Bethesda (Maryland), 1982. P 157—226.
Wood С. M., McDonald D. G. The physiology of acid/aluminum stress in trout // Ann.
Soc. Roy. Zool. Belg. 1987. Vol. 117. P. 399—410.
Wood С. M., McDonald D. G., Booth С. E., Simons В. P., Ingersoll C. G., Berg-
man H. L Physiological evidence of acclimation to acid/aluminium stress in adult brook
trout (Salvelinus fontinalis). 1. Blood composition and net sodium fluxes // Can. J. Fish.
Aquat. Sci. 1988. Vol. 45. P. 1587—1596.
Wood С. M., McDonald D. G., Ingersoll C. G., Mount D. R.t Johanson О. E., Berg-
man H. L. Whole body ions of brook trout (Salvelinus fontinalis) alevins: responces of yolk
sac and swim up stages to water acidity, calcium and aluminum and recovery effects // Can.
J. Fish. Aquat. Sci. 1990. Vol. 47. P. 1604—1615.
Wright P. A., Wood С. M. An analysis of branchial ammonia excretion in the freshwater
rainbow trout: effects of environmental pH change and sodium uptake blokade // J. Exp.
Biol. 1985. Vol. 114. P. 329—353.
Wright P. A., Heming T A., Randall D. J. Downstream pH changes in water flowing
over the gills of rainbow trout // J. Exp. Biol. 1986. Vol. 126. P. 499—512.
Wright P. A., Randall D. J., Perry S. F. Fish gill water boundary layer: a site of lin-
kage between carbon dioxide and ammonia excretion //J. Comp. Physiol. 1989. Vol. 158B.
P 627—635.
Wright R. F, Snekvik E. Chemistry and fish populations in 700 lakes in southernwest
Norway // Verh. Intern. Ver. Limnol. 1978. Vol. 20. P. 765—775.
Ye X., Randall D. J., He X. The effect of acid water on oxygen consumption, circu-
lating catecholamines and blood ionic and acid base status in rainbow trout (Salmo gairdneri,
Richardson) // Fish Physiol. Biochem. 1991. Vol. 9. P. 23—30.
Youson J., Neville C. Deposition of aluminium in the gill epithelium of rainbow trout
(Salmo gairdneri R.) subjected to sublethal concentrations of the metal // Can. J. Zool. 1987.
Vol. 65. P. 647—656.
Zaccone G. Effect of osmotic stress on the chloride and mucous cells in the gill epithelium
of the freshwater teleost Barbus filamentosus (Cyprinoformes, Pisces). A structural and histo-
chemical study // Acta histochem. 1981. Vol. 68. P. 147—159.
Zaccone G., Wendelaar Bonga S. E.t Flik G., Fasulo S., Licata A., Lo С. P.t Mauce-
ri A., Laureano E. R. Localization of calbindin D28-like in fish gill: a light microscopic and
immunoelectron histochemical study // Regul. Peptides. 1992. Vol. 41. P. 195—208.
Zadunaisky J. A. The chloride cell: the active transport of chloride and the paracellular
pathways // Fish physiology. New York; London, 1984. Vol. 10B. P. 129—176.
Zenker W. G., Ferguson H. W., Barker I. K., Woodward B. Epithelial and pillar cell
replacement in gills of juvenile trout, Salmo gairdneri R. // Comp. Biochem. Physiol. 1987.
Vol. 86A. P. 423—428.
Zuchelkowski E. M., Pinkstaff C. A., Hinton D. E. Mucosubstance histochemistry in
control and acid-stressed epidermis of brown bullhead catfish, Ictalurus nebulosus (Lesue-
ur) // Anat. Rec. 1985. Vol. 212. P. 327—335.
ОГЛАВЛЕНИЕ
Введение 5
Часть 1. Морфофункциональная организация жабр костистых рыб 8
Глава 1. Физиологические механизмы обмена ионов и дыхательных газов в
жабрах костистых рыб 8
1.1. Заключение 23
Глава 2. Общее строение жабр костистых рыб 24
2.1. Жаберная дуга и жаберные тычинки 24
2.2. Жаберные лепестки 27
2.3. Мышечная и нервная системы 31
2.4. Кровеносная система 34
2.5. Заключение 37
Глава 3. Морфофункциональная организация жаберного эпителия рыб в зави-
симости от их систематической принадлежности и экологии 39
3.1. Эпителий филамента 40
3.1.1 Респираторные клетки 42
3.1.2. Хлоридные клетки 47
3.1.3. Слизистые клетки 56
3.1.4. Палочковые клетки 60
3.1.5. Недифференцированные клетки 64
3.1.6. Нейроэпителиальные клетки 67
3.1.7. Межклеточные контакты 69
3.2. Эпителий респираторных ламелл 73
3.3. Заключение 76
Часть 2. Адаптивные реакции жабр пресноводных рыб на изменение мине-
рального состава и загрязнение внешней среды 79
I. Функциональная морфология жабр пресноводных костистых рыб в
средах с различным уровнем минерализации и кислотности 79
Глава 4. Влияние минерального состава воды на структуру и функции жабр
пресноводных костистых рыб 79
4.1. Функциональная морфология жабр пресноводных костистых рыб в
слабоминерализованной воде 80
4.1.1. Физиологические механизмы ионной и осмотической регуля-
ции 80
4.1.2. Адаптивные изменения ультраструктуры жабр 82
201
4.1.3. Влияние экзогенного кальция на ультраструктуру жабр 88
4.2. Физиологические и морфологические аспекты ионной и осмотиче-
ской регуляции у пресноводных рыб в среде с повышенной солено-
стью 89
4.3. Заключение 96
Глава 5. Влияние закисления внешней среды на жабры пресноводных кости-
стых рыб 99
5.1. Экологические аспекты закисления пресных водоемов 99
5.2. Физиологические механизмы действия закисленной среды на жабры
пресноводных рыб 101
5.3. Морфофункциональные реакции жабр пресноводных рыб на закис-
ление воды 104
5.3.1. Ультраструктура жабр при экспериментальном остром кис-
лотном воздействии 105
5.3.2. Роль кальция в стабилизации структуры жабр у рыб в закис-
ленной среде 109
5.3.3. Ультраструктура жабр при адаптации рыб к длительному экс-
периментальному закислению воды 111
5.3.4. Ультраструктура жабр пресноводных рыб из природных за-
кисленных водоемов 123
5.4. Заключение 128
II. Действие токсических веществ на жабры пресноводных костистых
рыб 131
Гл а в а 6. Морфофункциональные механизмы действия металлов на жабры пре-
сноводных рыб 132
6.1. Действие трассирующих металлов 132
6.1.1. Алюминий 132
6.1.2. Бериллий 137
6.2. Действие тяжелых металлов 142
6.3. Заключение 147
Глава 7. Действие пестицидов на жабры пресноводных костистых рыб 149
7.1. Хлорорганические пестициды 150
7.2. Фосфорорганические пестициды 153
7.3. Заключение 156
Часть 3 159
Глава 8. Эволюция функций жабр костистых рыб 159
8.1. Принципы эволюции функций органа 159
8.2. Принципы эволюции функциональных единиц и пути специализа-
ции ионтранспортирующих клеток жаберного эпителия 163
8.3. Принципы эволюции функциональной системы 168
8.4. Заключение 172
Условные обозначения 175
Литература 177
202
CONTENTS
Introduction 5
Part 1. Morphofunctional organization of the gills in Teleostei 8
Chapter 1. Physiological mechanisms of ionic regulation and respiratory gases ex-
change in the gills in Teleostei 8
1.1. Conclusion 23
Chapter 2. General anatomy of the gills in Teleostei 24
2.1. Gill arches and gill rakers 24
2.2. Gill petals 27
2.3. Mascular and nervous systems 31
2.4. Vascular system 34
2.5. Conclusion 37
Chapter 3. Morphofunctional organization of the gill epithelia in freshwater teleost
fishes depending on their taxonomy and ecology 39
3.1. Filament epithelium 40
3.1.1. Respiratory cells 42
3.1.2. Chloride cells 47
3.1.3. Mucous cells 56
3.1.4. Rodlet cells 60
3.1.5. Undiffirentiated cells 64
3.1.6. Neuroepithelial cells 67
3.1.7. Intercellular junctions 69
3.2. Lamellar epithelium 73
3.3. Conclusion 76
Part 2. Adaptive responces of the gill in freshwater teleost fishes to the alte-
rations of mineral composition and contamination of environment 79
I. Functional morphology of the gills in freshwater teleost fishes in the
milieu with different level of mineralization and acidity 79
Chapter 4. Effect of water mineralization on the structure and functions of the gills
in freshwater teleost fishes 79
4.1. Functional morphology of the fish gills in low mineralized water 80
4.1.1. Physiological mechanisms of ionic and osmotic regulation 80
4.1.2. Adaptive alterations of the gill ultrastructure 82
4.1.3. Effect of exogenous calcium on the gill ultrastructure 88
203
4.2. Physiological and morphological aspects of ionic and osmotic regulation
in freshwater fishes from saline water 89
4.3. Conclusion 96
Chapter 5. Effect of water acidification on the gills in freshwater teleost fishes 99
5.1. Ecological aspects of acidification of fresh water-bodies 99
5.2. Physiological mechanisms of the effect of acid water on the freshwater
fish gills 101
5.3. Morphofunctional responces of freshwater fish gills to the water acidifi-
cation 104
5.3.1. Ultrastructure of the gills under the experimental acute acidifi-
cation 105
5.3.2. Role of calcium in the stabilization of the gill structure in fishes
from acid water 109
5.3.3. Ultrastructure of the gills under the adaptation of fishes to long-
term experimental water acidification 111
5.3.4. Ultrastructure of the gills in freshwater fishes from natural acid
water-bodies 123
5.4. Conclusion 128
II. Action of toxic substances on the gills in freshwater teleost fishes 131
Chapter 6. Morphofunctional mechanisms of the action of metals on the gills in fresh-
water teleost fishes 132
6.1. Effect of trace metals 132
6.1.1. Aluminium 132
6.1.2. Beryllium 137
6.2. Effect of heavy metals 142
6.3. Conclusion 147
Chapter 7. Effect of pesticides on the gills in freshwater teleost fishes 149
7.1. Chlororganic pesticides 150
7.2. Phosphororganic pesticides 153
7.3. Conclusion 156
Part 3 159
Chapter 8. Evolution of gill functions in teleosts fishes 159
8.1. Principles of the evolution of the organ functions 159
8.2. Principles of evolution of the functional units and paths of specialization
of the iontransporting cells in gill epithelium 163
8.3. Principles of evolution of the functional system 168
8.4. Conclusion 172
References 177
204
Научное издание
Виктория Евгеньевна Матей
ЖАБРЫ ПРЕСНОВОДНЫХ КОСТИСТЫХ РЫБ
Утверждено к печати
Институтом биологии внутренних вод
им. И. Д. Папанина Российской академии наук
Редактор издательства Е. А. Тахтаджян
Художник Е. В. Кудина
Технический редактор Е. В. Траскевич
Корректоры Н. И. Журавлева, М. К. Одинокова и Э. Г. Рабинович
Компьютерная верстка Е. М. Сальниковой
ЛР № 020297 от 27.11.91 г. Сдано в набор 13.03.96. Подписано к печати 23.07.96.
Формат 60 х 90 1/)б. Бумага офсетная. Гарнитура тайме. Печать офсетная.
Усл. печ. л. 13 + 5.75 вкл. Уч.-изд. л. 21.20. Тираж 200 экз. Тип. зак. N« 3133. С 1435
Санкт-Петербургская издательская фирма РАН
199034, Санкт-Петербург, Менделеевская лин., 1.
Санкт-Петербургская типография № 1 РАН
199034, Санкт-Петербург, 9 лин., 12.