В. Ромейс
МИКРОСКОПИЧЕСКАЯ
ТЕХНИКА
Перевод с немецкого
проф. В. Я. АЛЕКСАНДРОВА
и 3. И. КРЮКОВОЙ
Под редакцией и с предисловием
проф. И. И. СОКОЛОВА
и * л
ИЗДАТЕЛЬСТВО
ИНОСТРАННОЙ ЛИТЕРАТУРЫ
Москва — 1 953

MIKROSKOPISCHE
TECHNIK
VOI1
B. ROMEIS
1948

ОПЕЧАТКА
Страница
Строка
Напечатано
Следует читать
13
29
он.
до 1
до 1,40
42
18
св.
1-процентный
0,1-процентный
72
20
св.
10—28 час.
10—48 час.
158
23
св.
в 0, -процентную
в 0,1-процентную
240
13
св.
30-процентныи
3-процентный
240
16
св.
3-процентной
30-процентной
311
24
св.
4 части
3 части
326
22
сн.
0,26 слс8
дистиллирован0,26 см* на 10 см* ,
ной воды
дестиллированной
воды
350
8
св.
. 100 см3 3-процентного
100 см3 0,3-нрвдент-
ного
451
15
св.
в корневую
в коричневую
457
1
св.
на 15 мин.
на 5 мин.
683
32
св.,
, Маллори гематоксилин
Маллори
гематокси1 столбец;
655 ~
лин 685
За к. 749. Ромейс

ПРЕДИСЛОВИЕ
К РУССКОМУ ИЗДАНИЮ
Книга Ромейса представляет собой лучшее и наиболее широко известное
лз зарубежных руководств по микроскопической технике. До настоящего
времени эта книга выдержала 15 изданий и из карманного справочника
превратилась в объемистый том. Предлагаемый читателю перевод сделан с
последнего издания, вышедшего в 1948 г.
Ценность книги Ромейса следует усматривать прежде всего в том, что,
в ней достаточно полно и подробно излагаются методы классической
микроскопической техники, т. е. техники изготовления фиксированного и
окрашенного препарата главным образом для целей общей и частной гистологии.
В ней приведено много важных для практики сведений и приемов,
касающихся различных сторон лабораторной работы. Достоинством руководства
Ромейса являемся весьма удобная конструкция книги, разбивка текста на
параграфы и очень подробный предметный указатель, который дает
возможность быстро отыскать нужную методику, что крайне важно для
лабораторного справочника. К книге приложен обширный библиографический
указатель, благодаря которому желающий может познакомиться с описанием
любого метода по первоисточнику.
Наряду с этим необходимо указать на недостатки книги. Не все разделы
микроскопической техники представлены в ней с достаточной полнотой и не
все они изложены в соответствии с современным уровнем науки. Это, прежде
всего, касается методов прижизненного микроскопического исследования
клеток, тканей и органов. Почти отсутствует, например, описание методов
ультрафиолетовой и флуоресцентной микроскопии, микрургии и т. д.
Неудовлетворительно изложены методы прижизненного окрашивания и способы
исследования физико-химических свойств протоплазмы, фиксация при
помощи высушивания на холоду и т. д. В книге приведено довольно
много методов, разработанных русскими и советскими учеными
приблизительно до середины 30-х годов. Более же поздние работы советских
исследователей почти не использованы автором, что является серьезным
недостатком книги.
Перевод книги сделан почти без сокращенийЧастично опущены лишь
.многочисленные ссылки на иностранные фирмы, не имеющие значения для
советского читателя.
При переводе была использована номенклатура красителей, хорошо
разработанная и давно принятая в нашей литературе по технологии
красителей. Так как в биологических и медицинских работах до настоящего
времени не установилось единой терминологии красителей, то в конце книги
приложен справочник для перехода от немецких названий красителей
к русским.
Книга Ромейса, несмотря на некоторые недочеты, представляет интерес
для работников, использующих метод микроскопической техники.
Проф. И. И. Соколов.

ОБЩАЯ ЧАСТЬ
Глава I
МИКРОСКОП И ВСПОМОГАТЕЛЬНЫЕ
ОПТИЧЕСКИЕ ПРИБОРЫ
1. Подробное описание микроскопа и дополнительных приборов к нему
не входит в задачи настоящей книги. Цель этой вводной главы заключается
в том, чтобы дать практические указания к применению .микроскопа и
вспомогательных аппаратов, которые за последние два десятилетия стали
значительно разнообразнее и совершеннее.
2. Для получения слабых увеличений пользуются лупой или простым
микроскопом, особенно в тех случаях, когда желательно иметь прямое изо- ;
бражение; это важно, например, в том случае, если одновременно с
наблюдением ведется препарирование. Лупы бывают ручные в простой оправе или гита-
тивные, укрепленные на штативах; среди штативных лучше других аплана-
тические.путгы Штенгейля. Они обычно увеличивают в 6—10 раз при рабочем
расстоянии (расстояние от объекта) 32—12 мм и диаметре поля зрения 30—
15 мм. Более сильное увеличение дают анастигматические лупы
(увеличение 16—27 раз, рабочее расстояние 9—5 мм, диаметр поля зрения 10—6 мм).
Для приготовления микрофотографий при малых увеличениях. очень
удобны простые микроскопы, снабженные лишь одним объективом. Приме-.
няющиеся для микрофотографирования системы выпускаются под различными .
названиями: микроглиптар (Буш), микросуммар (Лейтц), микрополяр (Рей-
херт), микролюминар (Винкель), микропланар, микротар (Цейсе) и другие;
они обычно дают 60—100-кратные увеличения и отличаются резкостью и
ровным полем зрения. Изображения, отбрасываемые такими системами на мато-4
вое стекло, получаются обратными.
3. В настоящее время сконструированы лупы п для бинокулярного на-
блнеенгл: благодаря своей конструкппп онп дают стереоскопическую кар-
TZHV рассматриваемых предметов п для многих целей предпочтительнее
монокулярных луп. Можно рекомендовать бинокулярные лупы Гесса; их
укрепляют при помощп шарнира на передвижном надеваемом на лоб обруче
и оставляют обе руки свободными для работы. Благодаря своей урезанной
форме (часть линзы, не нужная для наблюдения, срезана) они закрывают
лишь небольшую часть поля зрения и поэтому при переходе от наблюдения
через лупу к наблюдению простым глазом их можно не снимать. Они
настолько легки, что их можно носить часами без всякого неудобства..
Увеличение, в зависимости от выбора приставной линзы, колеблется между 1,5—
12-кратным. Лучше всего пользоваться 2—3-кратным увеличением.
Весьма полезны также бинокулярные лупы (подробности см. 79).
4. Лупы для исследований при более сильных увеличениях были
полностью вытеснены сложным микроскопом, после того как были
сконструированы ахроматические линзовые системы (Долланд, 1757) и первые
ахроматические объективы для микроскопа (Билдснейдер, 1791; Ван-Дейл,
1807; Фраунгофер, 1811). В отличие от лупы микроскоп дает обратное*

изображение, так что правая сторона наблюдаемой картины оказывается
слева, а верхняя—снизу. В сложном микроскопе различают оптику и штатив.
Колонка штатива устанавливается на столе для микроскопирования на
U-образной возможно более устойчивой основной пластине; штатив несет на
себе (снизу вверх) зеркало, предметный столик и тубус.
5. Старая, примитивная форма колонки штатива в микроскопах
современных конструкций претерпела разнообразные изменения, всецело
направленные на повышение устойчивости, на защиту хрупких частей от
повреждения и на упрощение пользования микроскопом.
6. Вращающееся зеркало на одной стороне вогнутое, а на другой плоское.
Фокусное расстояние вогнутого зеркала взято таким, что падающие лучи
параллельно концентрируются как раз в плоскости объекта. При работе
без конденсора используют большей частью вогнутое зеркало, особенно если
на пути лучей находятся оконная рама, дерево и т. п. Так же поступают и при-
искусственном освещении; при этом целесообразно поместить между
зеркалом и объектом тонкую матовую стеклянную пластинку.
Если между зеркалом и объективом включается осветительный аппарат
{конденсор), то используют лишь плоское зеркало. Чтобы выяснить,
правильно ли налажено освещение, лучше всего снять окуляр и смотреть
через тубус на объектив. Тогда, глядя на источник света, очень легко
установить, является освещение равномерным, прямым или косым. Легким
поворотом зеркала можно без труда установить правильное освещение.
При более тонких исследованиях, особенно при больших увеличениях,
освещение имеет большое значение для надлежащего выявления объекта
(см. 37—42).
7. Предметный столик, на который кладется рассматриваемый, объект,
имеет в середине отверстие большей или меньшей величины; оно может
сужаться диафрагмой. У новых приборов имеется большей частью ирисовая
диафрагма, широко известная по фотографическим аппаратам. Более простые
приборы имеют вместо нее револьверную диафрагму; это вращающийся диы*
с различными по величине отверстиями, установленный эксцентрично по
отношению к отверстию предметного столика.
8. Правильное диафрагмирование имеет большое значение для качества
микроскопической картины. При употреблении сильных сухих систем
особенно легко установить, что картина кажется завуалированной, если
препарат слишком сильно залит лучами света. Апертура лучей, освещающих
микроскопический объект, должна в общем быть не больше апертуры
объектива, служащего для наблюдения. Диафрагмирование особенно важно при
исследовании неокрашенных или тонкоструктурированных объектов (см.
также 36, панкратический конденсор).
9. У более крупных приборов предметный столик при помощи двух
находящихся по бокам установочных винтов может сдвигаться во всех
направлениях и в случае надобности центрироваться (см. ниже). Чтобы облегчить
точное передвижение препарата, имеются особые крестообразные столики,
насаживающиеся на предметный столик. При помощи делений нониусов
крестообразного столика можно отметить любое место препарата и затем найти
его вновь.
Для этой цели крестообразный столик перед употреблением должен
быть центрирован. При центрировании отдельные деления йониуса
устанавливают на цифры, нанесенные на предметном стекле с перекрещенными
нитями, которое прилагается к каждому крестообразному столику. Затем
крестообразный столик перемещают при помощи боковых установочных винтов
до тех пор, пока-в середину поля зрения не ляжет перекрест нитей зажатого
эталонного предметного стекла. Цифры, отсчитанные на центрированном
таким образом крестообразном столике, годятся для любого микроскопа,

Микроскоп и вспомогательные оптические приборы
7
снабженного крестообразным столиком, если он перед употреблением также
центрирован соответственным образом.
Чтобы систематически просмотреть препарат при помощи крестообразт
ного столика, осмотр начинают слева и сверху и во время наблюдения
перемещают препарат поперек до правого конца; затем его передвигают на одно
поле зрения кверху и опять пересекают по всей ширине и т. д.
10. В любом микроскопе новой конструкции тубус подымается и
опускается парой больших микрометрических винтов (кремальерой),
поставленных с обеих сторон колонки штатива (грубая установка). Для тонкой
установки служат еще особые микрометрические винты, расположенные по
бокам колонки штатива или на верхнем ее конце. На них обычно имеется
измерительный барабан, при помощи которого можно приближенно
измерять толщину срезов.
У новейших моделей микроскопа макро-и микрометрические винты для
большего удобства помещаются в нижней части штатива, ниже уровня
предметного столика; их можно легко перемещать рукой, лежащей на рабочем
столе.
11. На нижнем конце тубуса помещается объектив, дающий около
верхнего конца тубуса увеличенное обратное изображение рассматриваемого
предмета. Удобная смена различных объектов обеспечивается вращающимся
приспособлением (объективный револьвер) или санной конструкцией (санные
объективы). В последнем случае имеется возможность соответствейно цен-г
трировать любое число объективов. Каждая сдстема объектива состоит из
комбинации нескольких линз. Самая маленькая линза, обращенная к
препарату, называется фронтальной линзой.
На верхнем конце тубуса вставляется окуляр—короткая трубка, в
которую сверху и снизу ввинчены линзы: верхняя, обращенная к глазу,
называется окулярной, или глазной, линзой; нижняя—собирательной линзой.
Картину, отбрасываемую объективом, .окуляр увеличивает в свою очередь.
12. Объективы, в зависимости от совершенства их конструкции, имеютраз^
личные названия. Ахроматы—это объективы, у которых сферическая и
хроматическая аберрации скоррегированы неполностью. Несколько лучше
флуоритовые системы, или полу апохроматы. Наилучшая коррекция достиг1
нута в апохроматах.
Превосходство флуоритовых систем и апохроматов над ахроматами
выступает с полной очевидностью и при наблюдениях в темном поле.
Планахроматами называются новые объективы Цейсса, у которых
полностью устранено искривление поля зрения. При этом в поле зрения вплоть
до краев получается одинаково резкое изображение, что особенно выгодно
при микрофотографировании (см. Бегехольд, 1938).
13. Окуляры по их применению можно разделить на две группы.
а. Гюйгенсовские и ортоск'опические употребляют только в сочетании^
с ахроматическими объективами или флуор^итовыми системами.
б. Апохроматы требуют применения компенсационных или периплана-?
тических окуляров; в флуоритовых системах > планахроматах и сильных ахро*
матах (с числовой апертурой более 0,65) также с успехом пользуются
компенсационными окулярами.
14. Цёйсс, приспосабливая увеличение своих объективов и окуляров
к определенным простым величинам, изменил прежние обозначения и номера.
Нижеследующее сопоставление наиболее употребительных сухих систем
дает возможность сравнить новые обозначения со старыми (старые всюду
приведены в скобках). Ахроматы: 1—1,5 (а0), 1,5—2 (slx), 1,2—2,4. (а*),
3(а2), 6(аа), 8(А)Г 10(АА)Г20(С)^ 40(D) и (DD), 60 (Е), 90(F); апохроматы:
10 (16 мм), 20 (8 мм), 40 (4 мм), 60 (3 мм); окуляры Гюйгенса: 4х (1),
5х(2), 7х(3), 10Х(4), 15 X (5): ортоскопические окуляры: 12,5 X (5а),,

17X(6), 28X(7); компенсационные окуляры: Зх(2), 5х(4), 7х(6), 10х(8),
15х(12), 20х(18). Современное цифровое обозначение показывает
собственное увеличение соответствующего объектива или лунное увеличение
окуляра. Собственное увеличение объектива, умноженное на лупноё
увеличение окуляра, дает приближенное увеличение данной системы при
длине тубуса 160 мм. (Пример: даны объектив 20, окуляр 7х;
увеличение равно 20x7 = 140 раз.) Другие фирмы, выпускающие микроскопы,
также перешли на этот весьма целесообразный способ обозначения.
Под собственным увеличением (или масштабом изображения) объектива
понимают увеличение реальной промежуточной картины, которая при
правильной установке отбрасывается самим объективом вблизи верхнего конца
трубы микроскопа.
15. Числовая апертура линзы пли сложной оптической системы
определяется по формуле
a = 7i-sino,
где а—числовая апертура, п—показатель преломления среды между
покровным стеклом и фронтальной линзой и о—половина отверстного угла
объектива. Последний соответствует углу, образованному самым наружным
пучком света, еще воспринимаемым объективом, и осью объектива. У сухих
систем числовая апертура может достигать самое большее 1 (практически
0,95), при масляных иммерсиях 1,45. Разрешающая способность объектива
тем больше, чем выше его числовая апертура (см. также 21).
16. Разрешающая способность микроскопа D, кроме апертуры объектива,
зависит от длины волны света X; здесь действительна формула D = \/a (см.
также 33). Таким образом, чем больше апертура объектива и чем короче
длина волны используемого света, тем более тонкие структуры можно различить.
Для различения деталей главное значение имеет разрешающая
способность объектива. Окуляром можно воспринять только те частицы, которые
уже содержатся в изображении, отброшенном объективом. Значение окуляра
основано на том, что частицы, расположенные слишком тесно для
восприятия зрительными элементами нашей сетчатки, раздвигаются окуляром
настолько, что становятся воспринимаемыми наблюдателем. Поэтому
повышение увеличения окуляра сверх известной величины уже не выявляет
новых деталей.
Для того чтобы все элементы картины, разрешаемые объективом,
воспринимались отчетливо, общее увеличение, даваемое объективом и
окуляром, должно соответствовать приблизительно 500-кратной числовой
апертуре используемого объектива. Это увеличение называется полезном
увеличением. Верхняя его граница достигается при доведении приблизительно
до 1 000-кратндй числовой апертуры. Дальнейшее повышение увеличения
путем применения еще более сильных окуляров нецелесообразно, так как
не выявляет новых деталей. При объективе с числовой апертурой 0,60
полезное увеличение лежит между 300- и 600-кратным. Предположим, что
собственное увеличение этого объектива 40; тргда наиболее сильным окуляром,
которым следует пользоваться, будет окуляр 15 X.
В особых случаях, например при измерениях, подсчетах, может
оказаться желательным применение окуляров с еще более <6ийьным увеличением.
17. Объективы скоррегированы на совершенно определенную длину
тубуса и толщину покровного стекла, что особенно нужно учитывать при
использовании сильных сухих систем. Так называемая механическая длина
тубуса для объективов Рейхерта и Цейсса составляет 160 мм, для
объективов Буша, Лейтца, Зейберта и Винкеля—170 мм. Она устанавливается
наподобие зрительной трубы передвижением выдвижной трубки, снабженной
миллиметровыми делениями. Механическая длина тубуса отсчитывается от

Микроскоп и вспомогательные оптические приборы
9
Уровня насадки с нарезкой для объектива до верхнего края тубуса, куда
насажен окуляр. При использовании револьвера учитывается и высота
соответствующей промежуточной части (в данном случае, например, 15 мм).
Поэтому на микроскопах Рейхерта и Цейсса при включении револьвера или
салазок для объектива тубус вытягивают до метки 145; на микроскопах Лейтца
и других—до 155.
18. Толщина покровного стекла, на которую коррегированы объективы,
равна обычно 0,15—0,20 мм. Чтобы при сильных сухих системах можно было
пользоваться покровными стеклами разной толщины без нарушения
резкости изображения, были выпущены объективы в так называемой коррекцион-
ной оправе; вращая коррекционное кольцо, можно изменять расстояние
между неподвижной, нижней, и передвижной, верхней, парами линз объек- <
тива. Разница в толщине покровных стекол может быть до известной степени
сглажена и изменением длины тубуса; при тонких покровных стеклах тубус
несколько удлиняют, при толстых—укорачивают,
19. Для точного определения толщины покровных стекол служит
толщемер. Измерение производят до наложения покровного стекла.
20. О пользовании микроскопом (наставление для начинающих).
а. Микроскоп ставят на устойчивый стол, ровно и ярко освещенный
светом из находящегося поблизости окна. Штатив поворачивают к
наблюдателю колонкой и оставляют в этом положении. Имеющиеся осветительные
аппараты отставляют в сторону.
б. На нижний конец тубуса ставят сначала самый слабый объектив;
затем, наблюдая сбоку, опускают тубус так, чтобы фронтальная
линза.объектива оказалась на расстоянии около 0,5 см от предметного столика. Далее
зеркало вращают в разные стороны до тех пор, пока при* наблюдении через
тубус с .невставленным еще окуляром не будет видно возможно более ярко
и ровно освещенное поле зрения. Затем вставляют слабый окуляр. Поле
зрения должно быть освещено совершенно равномерно и ярко.
в. После этого предметное стекло кладут на предметный столик так,
чтобы препарат лег на середину его отверстия (покровным стеклом кверху!);
для начала объект не должен быть слишком мелким.
Затем смотрят в окуляр и одновременно медленным обратные вращением
макрометрического винта подымают тубус до появления отчетливого
изображения; с помощью микрометрического винта его делают более резким.
С этого момента одна рука остается в течение всего времени наблюдения на
микрометрическом винте. Так как изображение отчетливо видно всегда лишь
в одной определенной плоскостп, а срез благодаря своей толщине имеет много
таких плоскостей, то для полного просмотра его структуры -вужно
устанавливать резкость то выше, то глубже. Для этого при наблюдении время от
времени слегка вращают микрометрический винт попеременно то в одну,
то в другую сторону. Если микрометрический винт при длительном
употреблении вращается в одну сторону больше, чем в другую, то он доходит до
конца; в таком случае нуясно вращением в обратном направлении вернуть
его в среднее положение.
г. Всякое наблюдение следует начинать со слабого увеличения. Если
желательно потом поставить более сильный объектив, то нужно учесть,
что расстояние фронтальной линзы от покровного стекла тем меньше, чем
сильнее увеличивает объектив. Поэтому, наблюдая сбоку, вновь опускают
тубус до тех пор, пока фронтальная линза не остановится непосредственно
над покровным стеклом, не прикасаясь, однако, к нему. Затем, смотря в
микроскоп и вращая макрометри^еЪкий винт, осторожно и медленно подымают
тубус Когда что-нибудь покажется в поле зрения, делают более тонкую
установку микрометрическим винтом. Установка при сильных объективах
требует большой осторожности. При слишком сильном вращении книзу можно *

10
Глава I
очень легко раздавить покровное стекло и препарат, так как здесь
приходится иметь дело с долями миллиметра. Очень легко также повредить и линзу.
д. Достаточно напрактиковавшись в установке, изучают действие
диафрагмирующих приспособлений, а затем и осветительного прибора (см. 32).
При микроскопировании нужно с самого начала приучаться держать
открытыми оба глаза.
е. В то время когда микроскоп не употребляется, его нужно тщательно
предохранять от пыли. Микроскоп ставят в ящик или покрывают защитным
колпаком из легкого металла или целлона (лучше * чем тяжелый стеклянный
колпак, который может в случае удара о револьвер для объективов нарушить
его центрирование). Время от времени с микроскопа сметают пыль кисточкой,
употребляемой только для этой цели.
Оптику также очищают от пыли кисточкой. Более прочно приставите
загрязнения стирают мягкой льняной тряпочкой, смочерной водой. Для
удаления канадского бальзама, масла и т. п. тряпочку смачивают бензином
или хлороформом. Никогда не следует употреблять для этой цели спирт.
21. Иммерсионные линзы представляют собой объективы, при
употреблении которых между препаратом и фронтальной линзой объектива помещают
слой жидкостп, оптически сходной со стеклом. Благодаря этому почти
полностью исключается отклонение световых лучей, происходящее при
употреблении сухих систем, из-за слоя воздуха, находящегося между препаратом
и объективом. Слой жидкости существенно повышает эффективность
объектива. Обычно употребляют гомогенную масляную иммерсию, для которой
промежуточной жидкостью служит сгущенное кедровое масло (иммерсионное
масло). Масляная иммерсия стала необходимой для всякого тонкого
исследования. Среди иммерсионных объективов также различают, в зависимости
от степени коррекции, ахроматы, флуоритовые системы и апохроматы;
последние в настоящее время являются лучшими объективами. Числовая
апертура гомогенных масляных иммерсий леясит между 1,00 и 1,40.
22. Для характеристики повышенной разрешающей способности
иммерсионных объективов по сравнению с сухими системами, можно указать, что
при помощи гомогенной масляной иммерсии с числовой апертурой 1,40 еще
можно оптически отделить друг от друга две частицы, находящиеся на
расстоянии 0,19 [г. В случае же сухой системы с числовой апертурой 0,90 граница
лежит уже при 0,31 ц,.
23. Обычно используемые иммерсионные системы—это ахромат 1/12",
флуорит 1/12* или апохромат 2 мм со средним собственным увеличением 90—
100 раз; кроме того, крупные фирмы производят еще масляные
иммерсионные системы с относительно малым собственным увеличением (35—75 раз),
которые отличаются очень ровным широким полем зрения, большой
светосилой и значительным рабочим расстоянием. Такие системы очень удобны также
для микропроекции и микрофотографирования. Преимущество этих иммерсий
по сравнению с сухими системами, обладающими таким же собственным
увеличением, состоит, кроме того, в их нечувствительности к колебаниям тол-
/ щины покровных стекол и в отсутствии мешающих отражений.
Для исследований при наиболее сильных увеличениях служат апохро-
матические масляные иммерсии с фокусным расстоянием 1,5 мм, обладающие
собственным увеличением в 120—125 раз.
24. Новая планмонохроматическая иммерсия 90/1,25 Цейсса ири
большом собственном увеличении отличается особенно плоским полем зрения;
она как монохромат сконструирована для зеленой ртутной линии (Х=0,546 ji).
В качестве источника светаД^ейсс рекомендует ртутную лампу для микро-
скопирования с монохроматическим фильтром и коллектором.
25. При всех этих объективах в качестве иммерсионной жидкости
применяется особо очищенное и сгущенное кедровое масло (ля= 1,515); брать

Микроскоп и вспомогательные оптические приборы
11
и переносить масло проще всего при помощи стеклянной головки булавки,
воткнутой в нижнюю поверхность корковой пробки специальной склянки.
Некоторые используют в качестве иммерсионной жидкости парафиновое
масло (/10=1,482).
Для того чтобы удалить иммерсионное масло со свежепокрытого
препарата, не повреждая его, лучше всего мягкой кисточкой или тонкой
пипеткой налить на покровное стекло косопоставленного препарата немного
хлороформа или бензина и таким путем смыть масло.
Заменитель масла, известный под названием иммерсоля, имеет
показатели преломления и дисперсии, хорошо совпадающие с показателями
кедрового масла, но отличается неприятным запахом винтергренового масла.
Для флуоресцентно-микроскопического исследования он не годится ввиду
сильной собственной флуоресценции (см. также 68).
26. Бехер (1925) для ориентировочного рассмотрения свежих
препаратов, тканевых культур и т. д. рекомендует в качестве иммерсионной
среды анизоль (/id=1,5103) или метилбензоат (пп=1,51503), которые через
некоторое время испаряются бее остатка. Лентце (1928) после двухлетнего
применения также вполне удовлетворен анизолем. Я лично отказался от
применения анизоля, так как профессор Кёлер мне сообщил, что при более
длительном воздействии анизоль приводит к набуханию твердого клея,
с помощью которого вмонтированы фронтальные линзы гомогенных
иммерсий. В связи с этим возникает опасность расшатывания фронтальной4
линзы.
27. Способ применения масляных иммерсий. Перед употреблением им-*
мерсионной системы рекомендуется сперва найти место, подлежащее
рассмотрению, при помощи сухой системы с малым увеличением. Затем тубус
микроскопа немного поднимают, наблюдаемое место покрывают маленькой
каплей кедрового масла, ставят иммерсионную систему и, наблюдая сбоку,
опускают тубус до момента погружения фронтальной линзы в масляную
каплю. Дальнейшая установка производится путем опускания тубуса
микрометрическим винтом при наблюдении за полем зрения. Покровное стекло
и линзу после употребления слегка смачивают чистым хлороформом или
бензином и протирают мягкой тряпочкой (это надо делать осторожно, так как
указанные жидкости при длительном воздействии могут растворить клей,
скрепляющий линзы). Промывать объективы спиртом не следует.
28. В некоторых случаях, например при дифференцировке окраски
тончайших клеточных структур или при рассмотрении свежих препаратов,
возникает необходимость в исследовании при больших увеличениях препаратов,
покрытых водой. Для этой пелп применяют так называемые водные иммерсии,
при которых иммерсионной жидкостью служит дестиллированная вода.
Водные иммерсии выпускаются с различными собственными увеличениями
(например, 6-кратные для совсем слабых, 40- и 90-кратные для сильных и
очень сильных увеличений; числовая апертура 0,11—1,25). Для опытов,
при которых нужно избегать олигодинамического действия, исходящего
от обычных металлических оправ, пригодны цейссовские водные иммерсии
6 и 40, изготовляемые в оправе из нержавеющей стали, покрытой
устойчивым лаком (Фиттинг, 1927).
29. Испытание сферической и хроматической аберраций объективов
микроскопа проще всего производить при помощи пробной пластинки
Аббе. Для этого целесообразно использовать штатив с полным
осветительным аппаратом Аббе, на котором можно получать боковое смещение
держателя диафрагмы. При испытании иммерсионных объективов фронтальная
линза осветителя должна^ быть со^д^нена водой или маслом с нижней
поверхностью пробной пластинки. При изучении пробной пластинки можно
ознакомиться с влиянием толщины покровного стекла, а также с преимуществами

i2 ' Глава I
оправы объектива с коррекцией на толщину покровного стекла.
Подробности см. проспект Цейсса Mikro 116.
Весьма целесообразным кажется применение стигматометра Леновеля,.
который, по описанию Ланжёрона (1925), дает возможность без'труда
исследовать сферическую и хроматическую аберрацию и устанавливать
оптимальную толщину покровных стекол, оптимальную длину тубуса, а также
устойчивость микроскопа.
30. Для испытания разрешающей способности объектива используют*
определенные животные тест-объекты. Для испытания увеличения от 50-
до 1000-кратного служат чешуйкп крыла бабочки Epinephele jantra (самка).
При 40-кратном увеличении на них должна быть видна продольная исчер-
ченность, а при 150-кратном—расположенная между нею поперечная исчер-
ченность. При 800—1000-кратном увеличении в двуконтурных продольных
полосках должны быть видны круглые зернышки. У диатомеи Pleurosigma
angulatum при 250-кратном увеличении должны быть видны три системы
полос. Одна проходит перпендикулярно к среднему ребру, две другие-
проходят косо, перекрещиваясь под углом около 58°. При более сильном*
увеличении полоски представляются в виде промежуточного вещества
между круглыми бусинками, которые кажутся светлыми при нормальной
установке и черными при установке более высокой или более глубокой. Для-:
иммерсий в качестве тест-объекта используют диатомею Surirella gemma.
При 350-кратном увеличении видно, что через нее проходит серединное-
ребро, от которого на разных расстояниях с обеих сторон отходят к краям
поперечные ребра. При таком увеличении между ними наблюдаются еще-
очень тонкие параллельно идущие линии. Эти поперечные полоски при
рассмотрении с испытуемой масляной иммерсией должны превращаться в ряды
тонких несколько неравных по величине дырочек, которые в
действительности представляют собой очень правильные ряды ситовидных отверстий.
Если оболочки диатомей заключены в воздухе, то и с лучшими
объективами бусинки видны лишь на тех местах, где оболочка непосредственно
прилегает к покровному стеклу.
31. Осветительный аппарат. Чем сильнее увеличивается в микроскопе
изображение, тем оно становится менее светосильным. Для устранения:
этого недостатка сконструированы осветительные аппараты (конденсоры,
осветительный аппарат Аббе), которые монтируются между зеркалом и
нижней стороной предметного столика; они необходимы для тонких
исследований при более сильных увеличениях. Поднимая и опуская осветительный
аппарат, устанавливают поперечник равномерно освещенного поля зрения
в соответствии с апертурой взятого объектива; интенсивность же
освещения должна регулироваться, прежде всего, увеличением и уменьшением?
отверстия диафрагмы. При наблюдении со слабыми объективами
осветительный аппарат опускают, отверстия диафрагмы уменьшают; при сильных
объективах осветитель поднимают, отверстие диафрагмы увеличивают.
Лишь при применений совсем слабых объективов (с собственным
увеличением около 5 раз или с фокусным расстоянием 25 мм) осветительный аппарат
нужно выключать. При работе с осветительным аппаратом пользуются
исключительно плоским зеркалом.
32. На штативах, снабженных полным осветительным аппаратом Аббе,
держатель диафрагмы может не только подниматься и опускаться, но и
сдвигаться в сторону, в результате чего, особенно при соответствующем,
диафрагмировании, можно получить боковое освещение объекта.
33. При предельно возможном косом освещении разрешающая
способность объектива может быть повышена вдвое (Z> = X/2a; см. 16).
34. Конденсоры изготовляются с различной коррекцией и светосилой.
Применяемый обычно неахроматический двухлинзовый конденсор имеет-

Микроскоп и вспомогательные оптические приборы
13
числовую апертуру 1,2. Большей светосилой обладает трехлинзовый
неахроматический конденсор- с числовой апертурой 1,4. Для полного
использования разрешающей способности объектива микроскопа апертура конденсора
должна по меньшей мере достигать апертуры объектива. Апертура
конденсора выше 1 используется, однако, лишь в том случае, когда иммерсионное
масло или хотя бы дестиллированную воду наносят не только между
объективом и предметным стеклом, но и между предметным стеклом и
поверхностью конденсора (иммерсионный конденсор). При этом, конечно, следует
избегать образования пузырей воздуха при подъеме конденсора.
При микрофотографировании со слабыми объективами (фокусное
расстояние около 15—25 мм, собственное увеличение 10—6 раз) нужно отвинчивать
фронтальную линзу конденсора для удлинения фокусного расстояния и
увеличения разномерно освещенного поля зрения. Если при
микрофотографировании используют еще более слабые объективы, то вместо конденсора
вставляют простые двояковыпуклые собирательные линзы с различными
фокусными расстояниями (так называемые очковые конденсоры).
35. Названные неахроматические конденсоры не обладают сколько-
нибудь полной хроматической или сферической коррекцией; при непоср.ед-
ственных.наблюдениях она в большинстве случаев не нужна. Напротив, при
микрофотографировании этот недостаток становится очень ясно заметным.
В связи с этим в таких случаях весьма рекомендуется применение
ахроматического (числовая апертура 1,0) или апланатического конденсора (числовая
апертура 1,4). И' у этих конденсоров при съемке со слабыми объективами
следует снять фронтальную линзу. О конденсорах темного поля см. 51.
36. У панкратических конденсоров Цейсса оптимальное
диафрагмирование и освещение устанавливаются для каждого объектива с апертурой
от 0,16 до 1^юдним лишь передвижением ручки (см. также Ион, 1936). О ми-
крополихромаре и оптиколорконденсоре см. 50.
37. Освещение. Для простых лабораторных работ, связанных с. микро-
скопированием (например, окраска и т. п.) обычно используют рассеянный
дневной свет, но не прямой солнечный. В качестве искусственного
источника света для этих целей достаточно малой лампы для микроскопирования
с матовой лампочкой накаливания 25 или 40 вт (НО или 220 в), перед которой
вставляется голубая матовая стеклянная пластинка. Лампа включается
непосредственно в сеть. Для искусственного освещения рабочего стола при
окрасках, зарисовках и т. п.- применяется лампа с рефлектором,
снабженная подвижным штативом и так называемой лампочкой дневного
света.
38. Для точных исследований с сильными увеличениями (например,
при изучении хромосом) необходимо пользоваться хорошей лампой для
микроскопирования. Весьма целесообразны низковольтные или точечные
лампы, вставленные для задержки боковых лучей в хорошо
вентилирующийся наклоняющийся кожух. Чтобы- лампа соответствовала требованиям,
непосредственно перед источником света следует поместить апланатическую
или, еще лучше, асферическую систему—так называемый коллектор. Перед
ним находится ирисовая Диафрагма (диафрагма коллектора или диафрагма
освещенного поля), а также держатель для матового стекла и светофильтра.
Для точного центрирования нужно, чтобы источник света перемещался
как в'стороны, так и вдоль оптической оси коллектора. Лампа должна
передвигаться на оптической скамье перпендикулярно микроскопу и зажиг
маться в оптимальном положении. Подобного типа лампы для микроскопа
выпускаются всеми крупными фирмами.
системой линз, а менее совершенно при помощи шаровидной стеклянной
колбы, наполненной жидкостью (о жидких фильтрах см. 44).
В лампах более старых
световые лучи собираются не

14
Глава 1
39. Очень.удобны в качестве источника света низковольтные лампы
(обычно 6 в у 5 а), которые можно употреблять как при постоянном, тдк и
при переменном токе. При постоянном токе для них нужно сопротивление
с переменным трансформатором. Низковольтные лампы пригодны также
для микрофотографирования и для работы в темном поле.
Очень рекомендуется вместо постоянного сопротивления использовать
регулируемый реостат с включенными в него амперметром и вольтметром,
чтобы можно было всегда устанавливать силу тока в соответствии с
намеченной целью, так как для наблюдений требуется меньшая сила тока, чем,
например, для микрофотографирования. При меньшей нагрузке срок
существования лампы значительно удлиняется.
40. Идеальным источником света является 2-амперная точечная лампа.
К сожалению, она очень чувствительна к повреждениям и в этом отношении
уступает низковольтным лампам. Точечные лампы также нуждаются в
сопротивлении или трансформаторе. При употреблении точечных ламп, перед тем
как вставить вилку в штепсель, нужно тщательно проследить за
соблюдением правильной полярности лампы; в противном случае она перегорает
в короткий срок.
41. Определение полюсов производится с помощью смоченной реактив^
ной полюсной бумаги, которая на отрицательном полюсе окрашивается
в красный цвет. Можно также пользоваться синей лакмусовой бумагой,
краснеющей на положительном полюсе.
Для установления характера тока (постоянный или переменный)
разрезают пополам сырую картофелину, в поверхность разреза одной
половинки втыкают на расстоянии около 2 см очищенные концы двух
медных проволок, а два других очищенных конца изолированных
проволок вставляют в штепсель. При постоянном токе у одного из
концов проволоки на картофелине появляется зеленоватое поле. Этим
способом наряду с типом тока одновременно определяется и положительный
полюс.
42. Освещение по Кёлеру. Лучший способ освещения для субъективных
наблюдений, микрофотографирования и микропроекции основан на
принципе освещения Кёлера. Для его применения нужно иметь снабженную
коллектором лампу для микросйопирования (см. 38) и микроскоп,
оборудованный осветительным аппаратом Аббе (см. 31).
Освещение по Кёлеру достигается двумя раздельными приемами
получения изображений: 1) при помощи линзы коллектора получают на
затянутой диафрагме конденсора резкое изображение источника света; 2)
передвигая конденсор в плоскости препарата,, получают резкое изображение линзы
коллектора или же вставленной непосредственно перед ней диафрагмы
коллектора (диафрагмы поля).
Практически эти условия выполняются следующим образом.
а. Предварительная подготовка. Источник света с открытой
диафрагмой поля удаляют от микроскопа на такое расстояние, чтобы плоское
зеркало отбросило на затянутую диафрагму конденсора световое пятно
диаметром около 8 мм (расстояние около 25—30 см). За этим процессом следят,
смотря на плоское зеркало сбоку или спереди. Затем под микроскопом при
средней сухой системе (например, 20-лратное собственное увеличение,
фокусное расстояние 8 мм) устанавливают на резкость хорошо различимый
окрашенный препарат, снимают с тубуса окуляр и на верхний конец тубуса
кладут матовое стеклышко. Если все было сделано правильно, то на этом
стеклышке будет видно изображение препарата в световом 'пятне*
расположенном в центре; в случае надобности установку корректируют. Посл&
такой предварительной подготовки лампу и микроскоп фиксируют
неподвижно. ,

Микроскоп и вспомогательные оптические приборы
15
б. Первый прием получения изображения. Приближая или удаляя
источник света от задней поверхности коллектора при открытой диафрагме
поля получают резкое изображение источника света (например, светящейся
спирали низковольтной лампы) на затянутой диафрагме конденсора.
в. Второй прием получения изображения. Открывают диафрагму
конденсора до диаметра 8 мм и до такой же приблизительно величины сужают
диафрагму поля; смотрят на матовое стеклышко, лежащее на тубусе, и, то
поднимая, то опуская конденсор, устанавливают на стеклышке резкое
'изображение диафрагмы поля. Затем диафрагму поля открывают настолько,
чтобы поле зрения было полностью освещено. Наконец, сужая диафрагму
конденсора, срезают мешающие вуалирующие краевые лучи. Теперь
изображение препарата должно лежать в равномерно освещенном резко
ограниченном поле зрения. Под конец еще раз смотрят сбоку на зеркало микроскопа
и проверяют правильность положения изображения источника света по
отношению к отверстию диафрагмы конденсора. _
е. Замечания. Для начинающих правильное диафрагмирование
представляет трудности. Слишком сильного диафрагмирования конденсора
следует избегать, так как при этом искажается изображение (например,
возникают ложные двойные контуры). Обычно диафрагма конденсора сужается
на половину или максимум на две трети поперечника выходного зрачка
объектива; чтобы проследить за ним, снимают окуляр и смотрят через тубус.
Сужение диафрагмы конденсора (апертурная диафрагма) не только устраняет
избыточные лучи, но и повышает глубинную резкость объектива микроскопа,
а кроме того, усиливает резкость краев за счет уменьшения выпуклости поля
'зрения.
При слабых объективах (10-кратное собственное увеличение и слабее)
вывинчивают фронтальную линзу • осветительного аппарата. При
микрофотографировании со слабыми объективами (см. 2), чтобы осветить поле
зрения равномерно, вместо осветительного аппарата Аббе вставляют так
называемые очковые конденсоры с соответствующей длиной фокусного расстояния.
Употребление матовых стекол. При непосредственных наблюдениях
после установки освещения по Кёлеру в держатель для фильтров лампы
для микроскопирования обычно вставляют матовое синее стеклышко,
снижающее интенсивность света. Если интенсивность все же еще слишком
велика, то в держатель диафрагмы конденсора вставляют еще второе белое
матовое стеклышко или же включают большее сопротивление (при
низковольтных лампах). При использовании самых сильных увеличений, при
наблюдениях в темном поле и, обычно, при микрофотографировании матовое
стекло следует убирать.
С оптической точки зрения наиболее правильно помещать матовое
стекло между источником света и коллектором, потому что при этом теряется
меньше света и отсутствует опасность получения на препарате изображения
зерен матового стекла, что легко может случиться при помещении матового
стекла перед диафрагмой коллектора (Скелль, 1930, 1931).
43. Применение светофильтров. Для непосредственных наблюдений
и особенно для микрофотографирования большое значение имеет
правильное использование светофильтров. На возможность выделять или, напротив,
сглаживать те или иньго-структуры окрашенного препарата с помощью
светофильтров обращают в общем слишком мало внимания. Употребляют или '
твердые фильтры, которые вставляются в ламповый держатель фильтров,
или в держатель диафрагмы конденсора, или же жидкие фильтры в
плоскопараллельных стеклянных кюветах. Твердые фильтры представляют собой
окрашенные стекла- или же лежащие между стеклами окрашенные
желатиновые пленки (см. «Lifa-Lichtfilter-Handbuch», где приведены
многочисленные ценные указания).. ,

16
Глава I
44. Фильтр дневного, света. При.использовании искусственного света
для непосредственных наблюдений обычно включают так называемый
фильтр: дневного света. Это светлосинее матовое или прозрачное стеклышко,
благодаря которому тона микроскопической картины производят
впечатление; сходное с получающимся цри дневном освещении.
В качестве светлосиних жидких фильтров применяют: а) окись меди
с аммиаком; к 40 см3 аммиака прибавляют 12 капель 20-процентного рас1
твора медного купороса (CuS04), подкисленного 0,5 см3 H2S04; смесь взбал;
тывают до полного растворения образовавшегося осадка и доливают дестил-
лированной водой до 300 см3; б) ахроматический светофильтр (для электриг
ческого света); 0,1 г водорастворимого анилинового синего растворяют
в 400 см3 дестиллированной воды; 3 см3 этого раствора смешивают с 9 см3
20-процентного раствора CuS04, подкисленного 0,5—1 см3 H2S04 и смесь
доливают до 300. см3 дестиллированной водой (при газокалильном
освещении берут 4,5 см3 раствора анилинового синего и 7 см3 раствора CuS04);
в) фильтр из. медного купороса с тхромовыми квасцами; CuS04
кристаллического 5 г, хромовых квасцов 5 а, дестиллированной воды 300 см?..
По Петерсену, этот фильтр дает возможность особенно хорошо выявить
красно-сцние контрасты препарата.
45. Зеленый фильтр. Зеленый фильтр особенно необходим при
непосредственных наблюдениях и изучении препаратов, окрашенных в красный
цвет. Так, например, карминовый препарат при включении подходящего
зеленого фильтра приобретает резкость и ясность препарата, ркрашенного
железным гематоксилином. Особенно важны зеленые фильтры при
микрофотографировании. Так как фотографические пластинки очень чувстви*
тельны к синему цвету, то синеокрашенные структуры, например на гема-
лаунэозиновом препарате, без. фильтра получаются слишком светлыми;
окрашенные же в красный цвет, вследствие нечувствительности пластинок
к красному, передаются слишком темными. При зеленом светофильтре
синие лучи абсорбируются, и пластинка воспроизводит картину естественг
ного соотношения тонов^
При съемке с ахроматами, которые коррегированы для желтых и
зеленых лучей, зеленый фильтр имеет еще то преимущество, что он коррегирует
при съемке разницу в фокусах по отношению к пластинке, особенно чув-г
ствительной к синим лучам.
Для микрофотографирования рекомендуются зеленые фильтры с
проницаемостью около 510—590 м\ъ.
Желто-зеленый фильтр. Петерсен рекомендует, например, для выделеу
ния фибрилл, окрашенных в красный цвет, смесь насыщенного раствора
пикриновой кислоты 50 см3, 10-процентного раствора CuS04 10 см3,
дестиллированной воды 250 см3.
Цеттновский фильтр плотнее предыдущего; пригоден также при
наблюдении неокрашенных и живых объектов; в зависимости от надобности может
быть разбавлен водой: CuS04 кристаллической. 35 г, бихромата калия 3,6 г,
воды 300. см3, H2S04 1 см3.
46. Желтые фильтры требуются при микрофотографировании особенно
в тех случаях, когда зеленые фильтры дают слишком контрастную картину,
лишенную деталей (например, для препаратов с преобладанием' синей
окраски и с более слабой красной окраской—азан, по Доминичи, метилено-
вый синий-эозин и другие). Беляр (1929) советует применять желтый фильтр
Лифа№ 212 (область пропускания 510 му) и при микрофотографировании
живых клеток. *
47. Синие фильтры. Синце фильтры с областью пропускания 430—485 м§
прежде всего используют в сочетании с апохроматами при съемке неокр'аг
шенных препаратов (например, диатомей) для повышения разрешающей

Микроскоп и вспомогательные оптические приборы 17
способности при косом освещении и при применении фотомеханических
(репродукционных) пластинок. Кроме того, они употребляются в качестве
контрастных фильтров при желтой и зеленой окрасках.
48. Фильтры для абсорбции тепловых лучей. Растворяют на холоду
200 г соли Мора в порошке (ферр'о сульфат аммония NH4Fe(S04) в 1 ООО см9
дестиллированной воды и прибавляют 5 см3 разбавленной H2S04 (1 часть
H2S04 +3 части воды). Срок годности около 3 недель.
49. С помощью монохроматора можно исследовать микроскопические
- структуры в монохроматическом (одноцветном) свете любой длины волны
видимого спектра. В большом светосильном монохроматоре Лейтца свет
низковольтной лампы проходит через систему линз и переменную щель на
вращающуюся стеклянную призму и здесь разлагается. Затем свет
достигает второй переменной щели, которая системой линз проецируется на
зеркало микроскопа. Длину волны, нужную в данный момент, отсчитывают
по указателю. Этот прибор оказывает большую услугу й при
микрофотографировании, так как передвигая спектр, при одновременном наблюдении
нетрудно установить, при какой длине волны структура, подлежащая
воспроизведению, выступает наиболее контрастно. С другой стороны,'побочные
структуры при облучении светом, по цвету совпадающим с их окраской,
исчезают (см. также Маас, 1938).
Дешевле, и для разбираемых случаев обычно вполне достаточен, набор
монохроматических фильтров, например набор следующих фильтров Лифа:
№ 208 фиолетовый <460 му.
№ 209 синий. . . 430—485 »
№ 360 сине-фиолетовый . . . <485 »
№ 210 сине-зеленый 490—540 »
№ 211 желто-зеленый .... 515—590 »
№ 370 желто-зеленый а . . . 450—560 »
№ 371 желто-зеленый Ь . . . 460—540 »
№ 372 желто-зеленый с . . . 510—550 »
№ 373 желто-зеленый d . . . 510—570 »
№ 375 желто-зеленый Z . . . —
№ 212 желтый >510 »
№213 оранжевый >550 »
№ 214 красный >600 »
№ 215 тёмнокрасный >650 »
Чтобы для каждого данного.случая найти наилучший фильтр, во время
микроскопирования включают по очереди соответствующие фильтры и
останавливаются на фильтре, наиболее резко выявляющем исследуемую
структуру. Ниже указывается, какие фильтры дают наибольший контраст йри
разных окрасках: бисмарк коричневый—№ 370; конго красный—№ 371;
бенгальбкая роза, пикрокармин—№ 372; фуксин, метиловый фиолетовый—
№ 373; генциановый фиолетовый, железный гематоксилин—№ 375; эозин—
№ 210; метиловый зеленый—№ 214; метиленовый синий—№ 215.
50. С помощью конденсоров особой конструкции Цейсса (микрополихро-
мар) и Рейхерта (оптиколор-конденсор) можно получить так называемую
оптическую окраску препаратов. У этих конденсоров, как и в темнопольном
конденсоре (см. 51), освещающий конус делится на две
области—центральную с низкой и периферическую с высокой апертурой. Перед обеими
включены различные фильтры, так что, например, центральцые лучи должны
пройти через красный^ периферические же—через, кольцевой синий фильтр.
Красные лучи внутреннего конуса проходят беспрепятственно, тогда как
синие краевые лучи могут достичь объектива лишь в том случае, если они
2 Б. Ромейс

будут отклонены структурами препарата. При этом неокрашенные сами
до себе структуры начинают отсвечивать интенсивно синим цветом на
красном фоне. Само собой понятно, что вместо красного и синего можно выбрать
и другие комбинации цветов. Такие конструкции не могут и не должны
заменять гистологическую окраску, но при решении особых задач они
оказывают ценную помощь; это прежде всего касается тех случаев, когда
должен быть контрастно выделен из фона объект, недоступный для выявления
окраской, или когда окраска не может быть проведена (например, при
^наблюдении неокрашенных клеток, при подсчетах на неокрашенных прег
паратах крови, при изучении препаратов насекомых в бальзаме и- т. п.).
Эти приборы могут быть полезны и при микрофотографировании (К. Ион,
Л937 и 1940).
. 51. Темнопольный. микроскоп. В противоположность наблюдению в
светлом поле при наблюдении в темном все центральные лучи поля зрения
лсключаются, и для освещения препарата используются только краевые
лучи. Они идут настолько косо, что сами по себе полностью отражаются
у нижней поверхности предметного стекла. Проникновение краевых лучей
до препарата возможно только тогда, когда между фронтальной линзой
конденсора п нижней поверхностью предметного стекла нанесен слой воды
или масла. Однако прп этом лучп остаются еще совершенно невидимыми для
наблюдателя, так как полностью отражаются от покровного стекла или
проходят вне отверстия объектива. Если же в слое жидкости между предмет^
ным и покровным стеклами находятся корпускулярные элементы, то косые
лучи частично отражаются, частично преломляются и благодаря этому
настолько уклоняются от своего направления, что могут проникнуть в объектив.
Тогда наблюдатель на совершенно темном фоне видит интенсивно светящиеся
структуры, которые выступают 'тем ярче, чем больше светосила краевых
лучей.
В примитивном виде требующееся для работы в темном поле освещение
можно получить, вставив в держатель диафрагмы осветителя Аббе так
называемую центральную диафрагму. Однако для обстоятельных исследований
такое темное поле недостаточно; для них требуется применение особого
специально сконструированного темнопольного конденсора, который
вставляется на место обычного предварительно снятого конденсора. Все крупные
фирмы выпускают темнопольные конденсоры разного вида в зависимости
от целей, для которых они предназначаются. Они обычно конструируются
по принципу зеркального конденсора.
В деталях конструкции различных фирм несколько отличаются друг
от друга. Поэтому для максимально эффективного использования прибора
-следует точно выполнять наставления соответствующей фирмы. Здесь будет
дан лишь общий обзор.
52. Для исследований с иммерсионными системами, например
коллоидов, бактерий, изолированных клеток, служат настоящие темнопольные
конденсоры с высокой числовой апертурой. Они требуют хорошего
центрирования оптической системы, -использования предметных стекол определенной
толщины (1,0—1,2 мм) и объекта в виде возможно более тонкого слоя. Между
фронтальной линзой конденсора и нижней поверхностью предметного стекла
устанавливается соединение с помощью иммерсионного масла, лишенного
йузырьков.
В качестве примера подобного конденсора можно назвать кардиоид-
конденсор Цёйсса. Он отличается большой светосилой, совершенной
хроматической и очень хорошей сферической коррекцией (числовая апертура 1,23—
1,33; рабочее расстояние 1,3 мм). Конденсор выпускается в оправе, дающей
возможность производить центрирование. Оптимальная толщина
предметного стекла составляет 1,2 мм. Если предметное стекло тоньше, то для тоуо,

t Микроскоп и вспомогательные оптические приборы 19
чтобы освещающие лучи пересекали плоскость препарата, конденсор следует
несколько опустить. При этом должно полностью сохраниться соединение
из иммерсионного масла между конденсором и предметным стеклом.
Подробности см. в проспекте Цейсса Micro 407.
Широко использовавшийся раньше параболоид-конденсор (Цейсе) больше
не производится.
53. Для исследования гистологических и цитологических препаратов
часто употребляется так называемый сменный или светло-темнопольный
конденсор. Он дает возможность простым передвижением рычажка сразу
переходить от наблюдения в светлом поле к наблюдениям в темном и наоборот,.
При всех таких конденсорах, если они применяются с иммерсионной
системой, соединение между конденсором и предметным стеклом обычно
устанавливается при помощи иммерсионного масла.
54. Для работы при сильных увеличениях рекомендуется применять
специальные объективы для наблюдений в темном поле; они выпускаются
всеми крупными оптическими фирмами. В качестве примера можно указать на
цейссовские ахроматические масляные иммерсии 50 (числовая апертура .0,90),
90 (числовая апертура 1,25) или на апохроматические масляные иммерсии 35
(числовая апертура 0,85) и 60 (числовая апертура 1,0). Иммерсии 90 и 60
снабжены расположенной л а надлежащем месте между линзами ирисовой
диафрагмой, которую при наблюдении в темном поле, следуем сузить.
Для исследований при слабых увеличениях применяются обычные сухие
системы; если их числовая апертура выше 0,85, как, например, • у
апохромата 40, то для получения резкой, незавуалированной картины объектив
должен быть диафрагмирован. Для этого или используется вставная
диафрагма или навинчивается промежуточная, снабженная ирисовой диафрагмой
часть объектива (Лейтц> Рейхерт). При употреблении сухих систем
соединение между конденсором и предметным стеклом можно создавать не
иммерсионным маслом, а чистой, не содержащей пыли дестиллированной водой.
При этом лучше всего пользоваться компенсационными окулярами 10 X
плп 15 X, или же соответствующие перипланатическим окуляром.
Для наблюдений в темном поле с сухими системами средней силы Лейтц
выпустил очевд удобный в работе сухой темнопольный конденсор (бицентри-
ческий конденсор 0,50); он особенно удобен при проведении больших
серийных исследований.
55. Для микрургических и препаровочных работ, наблюдений за
культурами тканей п т. п., т. е. там, где вследствие толщины камеры, содержащей
объект, требуется конденсор с большим рабочим расстоянием, применяют
препаровальный темнопольный конденсор, вместо которого можно употреблять
также препаровальный сменный конденсор для светлого и темного поля
(числовая апертура 0,7—0,8; рабочее расстояние 11,75 мм). Конденсор
этого типа употребляется без промежуточной жидкости. Подробности см.
Петерфи (1926).
При очень слабых увеличениях (около 10-кратного и меньше) для
равномерного освещения большого поля зрения применяют очковый темнопольный
конденсор или планктонный темнопольный конденсор.
56. Особенно высокую светосилу имеет конденсор светлого изображения;
он, однако, может "употребляться лишь для мазков и препаратов,
'заключенных в среду с показателем преломления выше tid=1,45. Таким образом, для
исследования живых бактерий он не годится. Его числовая апертура
настолько велика, что все объективы с апертурой до 1,30 могут применяться
без диафрагмирования. Подробности см. Лейтц Mikro D. 2046.
57. При работе с конденсорами темного поля большое значение имеет
применение достаточно сильного источника света. В качестве такового можно
рекомендовать лампы, указанные выше (см. 39 и 40); они делают излишней

20
Глава I
применявшуюся ранее дуговую лампу (4^5 а). При работе в темном поле
вставленные матовые стекла следует убрать, а колбочку.с цветным фильтром
заменить колбочкой с чистой водой.
58. Краткое наставление для установки темнопольного конденсора.
а. Вынимают объектив, окуляр и конденсор, а лампу и микроскоп
устанавливают друг против друга так, чтобы при малом отверстии диафрагмы
осветителя свет падал на середину зеркала.
б. Без объектива. Вставляют окуляр или конденсор; зеркало
устанавливают так, чтобы на матовом стеклышке (или бумаге), положенном на верхний
конец тубуса, в центре отверстия тубуса был виден равномерно освещенный
круг. После этого перемещать зеркало больше нельзя!
в. Препарат помещают на предметный столик микроскопа, вставляют
слабый объектив (от 3- до 8-кратного) и слабый окуляр и наводят фокус на
препарат.
а. Препарат сдвигают в сторону, осветительный аппарат немного опускают
и осторожно, не касаясь зеркала, насаживают темнопольный конденсор.
д. На конденсор наносят крупную каплю масла; конденсор держат
опущенным, пока вновь не установят препарат.
е. Конденсор подвинчивают кверху до прикосновения масляной капли
к предметному стеклу; капля должна расплыться без пузырьков воздуха.
Если слой жидкости не распространится ровным кругом, то это показывает,
что масляная капля была слишком мала и что нужно взять большую.
ж. Центрируя конденсор, приводят выступающее изображение
(светлое кольцо в объекте с темным пятном в середине или более или менее
крупное светлое пятно) к середине поля зрения.
з. Отверстие ирисовой диафрагмы лампы (диафрагмы поля) сильно
уменьшают, а конденсор устанавливают на такую высоту, чтобы исчезли
появляющиеся темные пятна в световой картине и образовалось замкнутое
светлое пятно. Размер пятна должен быть возможно меньшим и при
поднятии и опускании конденсора оно должно расширяться. Открывая и
закрывая диафрагму поля, убеждаются в том, что величина светового пятна
ограничивается этой диафрагмой и что оно, таким образом, представляет
собой изображение диафрагмы поля.
и. Вставляют объектив для наблюдения, наносят иммерсионное масло
на препарат и на фронтальную линзу, опускают тубус до прикосновения
объектива к капле и, смотря в микроскоп, продолжают медленно опускать
его дальше до появления изображения.
к. Если световое поле после включения иммерсионного объектива
оказывается уже более нецентрированным, то центрируют повторно, как описано
в пункте ж.
л. Слабый окуляр, использованный для установки, сменяют на окуляр
для наблюдения, а диафрагму поля открывают или закрывают настолько,
чтобы осветить поле зрения (Цейсе, Mikro 407).
При правильной установке получают ослепительно яркие структуры
на интенсивно черном фоне. Объект, подлежащий рассмотрению, должен быть
в виде возможно более тонкого слоя заключен в воду или масло, не
содержащие пузырьков воздуха.
Обстоятельное изложение методики микроскопирования в темном поле
см. Эльце (1934).
59. Фазово-контрастнъхй способ. Большое практическое значение имеет
фазово-контрастное приспособление, предложенное и разработанное Цер-
нике;. оно было развито Кёлером и Лоосом (1941), сконструировавшими
соответствующий аппарат. * Это приспособление дает возможность наблюдать и
фотографировать неокрашенные (например, живые; препараты с четкостью,
до этого считавшейся недоступной. Как указывают Кёлер и Лоос, при

Микроскоп и вспомогательные оптические приборы
21
помощи этого нового приспособления во многих случаях получают лучшие ,
результаты, чем при работе в светлом или темном доле. Оно должно быть
очень полезным также для простой и быстрой диагностики.
, Для этого способа необходимы особые объективы, снабженные фазовой
пластинкой: они могут без ущерба применяться и при обычном микроскопи-
ровании в светлом или темном поле. Кроме того, нужен конденсор, к нижней
фокальной плоскости которого можно подставлять кольцевые диафрагмы
различного диаметра, соответствующие разным объективам. Диафрагмы
должны быть такими, чтобы их можно было центрировать. Их
устанавливают на высоту, при которой в объективе внутри фазовой пластинки
получается четкое и неперекрытое изображение диафрагмы. Чтобы можно было
рассматривать изображение диафрагмы и фазовой пластинки в увеличенном
виде, для правильной юстировки изображения диафрагмы служит
вспомогательный микроскоп, который вставляется в тубус микроскопа вместо
окуляра. После произведенной юстировки вспомогательный микроскоп
заменяют окуляром. Подробности см. Цейсе Mikro 11—304.
60. Для исследования двойного лучепреломления (анизотропии)
гистологических объектов служат поляризационные аппараты. Они состоят из
поляризатора, который вкладывается в держатель диафрагмы конденсора,
и анализатора, надевающегося на окуляр. Срезы, предназначенные к
рассмотрению в поляризационном микроскопе, не должны до этого
соприкасаться с фенолом (например, с карбол-ксилолом). Кроме того, из срезов
следует особенно тщательно удалить парафин, так как его остатки,
обладая собственным двойным лучепреломлением, могут ввести в заблуждение, на
что неоднократно указывал В. Шмидт (например, 1932). Парафин, в
частности, удерживается ядрами и эритроцитами.
При работе с поляризационным аппаратом по возможности полностью
исключают боковой свет и ставят сначала оба николя параллельно, так чтобы
поле зрения было равномерно и ярко освещено. Затем анализатор
поворачивают на 90°; от этого поле зрения оказывается максимально затемненным,
а двоякопреломляющие структуры ярко светящимися. Если затем постепенно
поворачивать предметный столик по кругу на 360°, то свечение двоякопре-
ломляющих структур повторится четыре раза. Если препарат при каждом
повороте на 90° остается темным, то, очевидно, в нем отсутствуют
двоякопреломляющие структуры. Двойное преломление, которое при этом способе
может быть слабым, усиливается при наложении слюдяных или гипсовых
пластпнок (см. также 1039).
61. В настоящее время вместо призм из известкового пшата часто
применяют полярпзаппонные фильтры по Бернауэру. Один из них в качестве
поляризатора помешают в держатель диафрагмы, другой как анализатор
насаживают на окуляр. Эти простые в употреблении фильтры дешевле призм
из известкового пшата. Кроме того, они не ограничивают апертуры ни
осветительной системы, ни системы, дающей изображение, зто особенно ценно
при микрофотографировании. Фильтры состоят из тонкого слоя герапатита
(соединение хинина с иодом), заключенного между двумя зеркальными
стеклышками; герапатит, как и известковый пшат, уже в тонком слое пропускает
лишь свет с определенно направленными колебаниями.
Для введения в практику поляризационного микроскопа и для
ознакомления с относящейся к нему разбросанной литературой см. В. И. Шмидт
(1924, 1925, 1937).
62. Дихроизм представляет собой явление, состоящее в том, что в
зависимости от направления, по которому свет проходит, например, через кристалл,
меняется не только преломление света, но и его поглощение, а следовательно
z окраска. Для изучения дихроизма объект сначала помещают между
скрещенными николями на погашение, а затем убирают анализатор. При ртом

22
Глава I
происходит поглощение того направления колебаний объекта, которое
параллельно направлению колебаний поляризатора. Затем объект или поляризатор
поворачивают на 90° и испытывают поглощение для другого направления
колебаний.
Животным или растительным волокнам можно искусственно придать
дихроическую окраску золотом или серебром. Фиксация в жидкости Ценкера
(без ледяной уксусной кислоты); парафиновые срезы; тщательное удаление
парафина. Из дестиллированной воды объект на 30 мин. переносят в
1—2-процентный раствор хлористого золота или азотнокислого серебра, затем в де-
стиллированную воду, на 100 см3 которой прибавляют 1 каплю гидрозин-
гидрата. Восстановление наступает сразу; основательная промывка в
дестиллированной воде, сппртовый ряд, ксилол, бальзам. Подробности см.
В. И. Шмидт (1931).
63. Микроскопия в падающем свете. Для освещения объектов, которые
нельзя или нецелесообразно наблюдать в проходящем свете, применяют
вертикальный иллюминатор (опак-иллюминатор). При наблюдении со
слабыми или средними объективами обычно используют вертикальный
иллюминатор Наше с призмой полного отражения; при сильных объективах
употребляют вертикальные/иллюминатор Бекка с косостоящим плоским стеклом.
В приборе Буша и Лейтца смену призмы и пластинки можно производить
посредством сменной задвижки. Средние и сильные объективы можно
применять с вертикальным иллюминатором лишь в.том случае, если они
изготовлены в короткой оправе и специально коррегированы для наблюдения без
покровного стекла. Методы исследования под микроскопом в падающем сбете,
широко применяющиеся-в минералогии и петрографии, находят все большее
приложение и при исследовании животных структур (известковый остов,
ткани зубов и костей, соединительнотканные структуры, пигменты и т. д.).
Благодаря техническим усовершенствованиям этим способом стало возможно
исследовать и живые объекты, особенно при сочетании с флуоресцентной
микроскопией (см. также 68 и 151).
Препараты, размер которых меньше поля зрения, целесообразно
рассматривать на предметном стекле из полированного черного стекла.
64. Значительным усовершенствованием для микроскопирования в
падающем свете явился улътропак, изготовленный Лейтцем по Гейне. Он дает
возможность путем применения особой осветительной насадки исследовать
как прозрачные, так и непрозрачные объекты при слабом и при сильном
увеличении, при темнопольном освещении и в падающем свете. Получаемая при
этом картина отличается от того, что дает опак-иллюминатор, отсутствием
вуали и ясностью. У опак-иллюминаторов освещающие лучи достигают
препарата через объектив, тогда как у ультропака и сходных конструкций
других фирм освещающие лучи подаются изолированно от обсервационной
оптики; для этого имеется конденсор, окружающий объектив наподобие кольца
и передвигающийся вверх и вниз. Тем самым создается возможность
наблюдать глубже лежащие зоны объекта без вызываемых поверхностными слоями
мешающих наблюдению световых рефлексов, что особенно важно при иссле-
. довании живых объектов. К ультропаку выпускаются сухие системы, водные
и масляные иммерсии, которые привинчиваются к соответствующим
кольцевым конденсорам (Гейне, 1931).
Цейсе также выцускает особые объективы (эпи-объективы) для
наблюдения в падающем свете, которые употребляют в сочетании с эпи-конденсо-
рами. Эта аппаратура имеет особое значение для
флуоресцентно-микроскопических исследований (см. 68).
. 65. Комбинацию конструкций, описанных выше (см. 63 и 64),
представляет собой выпущенный Рейхертом универсальный иллюминатор. Он дает
возможность получать как внутреннее освещение плоской пластинкой илЬ

Микроскоп и вспомогательные оптические приборы
23
Зеркальным язычком (вместо призмы), так и наружцое освещение
кольцевой зеркальной пластинкой и кольцевым конденсором (Рамшталер, 1937);
66. Ультрафиолетовая микроскопия. Ультрафиолетовые лучи применяют
в микроскопии. с двумя целями. Ультрафиолетовым микроскопом стремятся
повысить разрешающую способность оптики, применяя; в соответствии
с теорией Аббе, лучи с меньшей длиной волны (см. также 16). Так как лучи
с используемой при этом длиной волны невидимы для человеческого глаза
(обычная длина волны 0,275 ц), то в связи с этим изображение выявляется
-при помощи микрофотографии. Так как обычное стекло поглощает
ультрафиолетовые лучи, все оптические части микроскопа должны быть сделаны из
кварца или горного хрусталя. То же относится к предметным и покровным
стеклам. Канадский бальзам также сильно поглощает ультрафиолетовые
лучи. Поэтому необходимо заключать объект в глицерин и т. п. Подробнее
о микрофотографической установке, сконструированной А. Кёлером для
ультрафиолетового света, см. Кёлер (1910, 1927) и Цейсе Mikro 530.
Благодаря применению ультрафиолетовых лучей
разрешающая'способность микроскопа повышается почти^вдвое. Для того чтобы при
непосредственном наблюдении в дневном свете получить такой же результат, какой дает
в ультрафиолетовом иммерсия с числовой апертурой 1,25, потребовался бы
объектив с числовой апертурой 2,5.
67. В последнее время исследование в ультрафиолетовом микроскопе
приобретает большое значение для изучения хромосом; это связано с' тем,
что нуклеиновая кислота в ультрафиолетовом свете с длиной волны 0,260 р.
обладает исклгочцтельно высокой способностью к поглощению (Касперсон,
1936 а,Ь и 919).
68. Флуоресцентная микроскопия. Кроме того, ультрафиолетовые лучи
применяют при работе с флуоресцентным или люминисцентным микроскопом.
В данном случае ультрафиолетовые лучи используют для того, чтобы сделать
видимыми явления флуоресценции. Для освещения используется источник
света, богатый ультрафиолетовыми лучами; его видимые лучи, за исключением
небольшой части красных, задерживаются фильтром Вуда; лучи же с длиной
волны 0,300—0,400 jjl проходят через фильтр и через конденсор из кварца
или увиолевого стекла и проникают в препарат, где вызывают собственное
свечение структур, способных к флуоресценции. Предметные и покровные
стекла также должны быть из увиолевого стекла. В качестве жидкости для
заключения применяют воду, глицерин или нефлуоресцирующее жидкое
парафиновое масло. Иммерсионное масло также должно быть нефлуоресци-
рующим. В остальном же применяется обычная оптика. При сильных
системах для улучшения изображения целесообразно иметь ирисовую диафрагму.
'. В последнее время Рейхерт и Цейсе выпустили еще очень маленькие
эффективные ртутно-кварцевые горелки, пригодные как для проходящегд\:
так и для падающего освещения. Они обладают несколько меньшей
светосилой, чем дуговые лампы, но имеют, по сравнению с ними, большие
преимущества.
69. Среди животных тканей собственной флуоресценцией обладают
коллагеновая соединительная ткань (слабосиневатая), эластическая ткань
(сильная сине-белая), хрящ (голубая), роговой слой эпидермиса (синевато-
белая). Кроме того, флуоресцируют известь (беловатая), липоиды (лимон-
но-желтая, охряно-коричневая), порфирин (красная).*
70. Наряду с первичной флуоресценцией (собственная флуоресценция)
различают еще вторичную флуоресценцию, которая появляется/после
обработки срезов сильно разбавленными растворами определенных
флуоресцирующих красителей (так называемые флуорохромы; см. 922).
71. Эллингер и Гирт ^1929) получали очень хорошие результаты при
флуоресцентном микроскопировании живых органов также ив падающем

24
Глава I
свете (см. 151); при этом они использовали аппаратуру, выпущенную
Цейссом.
Подробности о флуоресцентной микроскопии см. Эллингер и Гирт
(1929, 1930), Гайтингер и Гамперль (1933), Гайтингер (1938), Гирт (1934—
1940), а также проспект Цейсса Mikro 507 и 549.
72. Особые окуляры. Бинокулярная тубусная насадка дает возможность
на любом обычном микроскопе осуществить бинокулярное наблюдение
препарата. Применение бинокулярного тубуса особенно желательно при
длительном микроскопировании, так как бинокулярное наблюдение утомляет
значительно меньше, чем монокулярное. Кроме того, оно дает до известной
степени объемную стереоскопическую картину препарата.
При критической оценке наблюдаемых картин следует учитывать, что
по данным Шюргофа при рассматривании окрашенного препарата со
стереоскопической насадкой можно впасть в заблуждение из-за того, что зернышки,
окрашенные сильнее, представляются нам лежащими выше. Зидентопф
(1924) приводит очень поучительные и простые опыты по ложному восприятию
цветных микростереоскопических картин и дает способы их устранения.
Знакомство с этим следует рекомендовать каждому работающему с
бинокулярной тубусной насадкой.
Стереоскопическое изображение в бинокулярных тубусных насадках
создается у отдельных фирм различными путями: бинокулярная тубусная
насадка и дающий прямое изображение объекта бинокулярный тубус по Лихотц-
кому (Лейтц); стереоскопическая насадка по Геймштедту (Рейхерт); насадки
Bitumi, Bitukni со скошенным визуальным тубусом (Цейсе). Подробности
см. Аббе, Иенч (1913, 1914), Геймштедт (1921, 1923), Лихотцкий (1924).
Стереоскопическую насадку Рейхерта можно использовать и без микроскопа
в качестве бинокулярной препаровальной лупы.
73. У больших штативов новой конструкции тубус для монокулярного^
наблюдения можно обычно посредством простого приспособления сменять
бинокулярным тубусом (монообъективный бинокулярный микроскоп). Такая
конструкция имеет преимущество перед тубусной насадкой, так как смена
у нее быстрее и удобнее, длина тубуса сохраняется одинаковой, кроме того,
такие микроскопы устойчивее и обладают несколько большей светосилой.
В новых конструкциях тубус обычно наклонен под углом 45°, в связи с чем
микроскоп не откидывается и предметный столик находится в
горизонтальном положении.
В одном из бинокулярных тубусов Рейхерта, который отличается несни-
женной разрешающей способностью, высокой светосилой и хорошей орто-
стереоскопичностью, переход от бинокулярного наблюдения к монокулярному
совершается без смены тубуса, простым поворотом, на х/4 промежуточного
шарнира.
74. Двойным окуляром называется вставляющееся в окулярный конец
тубуса микроскопа приспособление, дающее возможность рассматривать
препарат одновременно двум наблюдателям. Если при этом имеется еще
указатель, то инструмент позволяет обоим исследователям быстро и легко
понимать друг друга.
75. Сравнительный окуляр насаживается на два одинаковых микроскопа
для того, чтобы можно было непосредственно сравнивать два различных
препарата, рассматривая их друг около друга в одном поле зрения. Для той же
цели служит сравнительный микроскоп Цейсса, который дает изображение
двух отдельных препаратов рядом, в одном поле зрения.
76. Спектральный окуляр служит для наблюдения спектров поглощения
микроскопических объектов. Он изготовляется также и в соединении с
маленькой фотографической камерой (спектральная камера 41/2х6 см Цейсса;
Кёлер, 1924). Для гистологических и цитологических целей наиболее ервер-

Микроскоп и вспомогательные оптические приборы
2S
шенным в настоящее время является, пожалуй, микроскоп для спектрального
анализа Кёнигсдорфера (Борет п Кёнпгедорфер, 1929).
77. Отдельные фирмы выпускают млкрофотографические окуляры
различных конструкций и под разными названиями: «Масса» 41/2х6 и «Макат»
9x12 (Лейтц), «Микрокамера по Черни» 9x9 (Рейхерт), «Мифлекс» 4х/2 Х&
п 9Х 12 (Цейсе). Эти окуляры дают возможность делать
микрофотографические снимки при одновременном наблюдении без особой аппаратуры. Микро-
фотографическую съемку «Лейкой» или «Контаксом» можно делать, вставляя
особую промежуточную втулку.
75. Лейтц сконструировал для микрофотографии окуляры с особенно
ровным полем зрения (перипланатические окуляры). В еще большей степени
эта цель достигнута в Гомалях (1—4) Цейсса, которые дают резкую до краев
плоскость изображения. Они значительно превосходят проекционные окуляры,
широко использовавшиеся в микрофотографии в прежние годы. Подробности
см. Бёгехольд п А. Кёлер (1922) п Цепсс Mikro 390; см. также 12, плана-
хроматы.
По мпкрофотографпп см. Кёлер (1927), Ромейс (1928), Рейм и Скелль.
(1931), Лаубенгеймер (1931), Рейнерт (1937), Штаде и Штауде (1939), Михель.
(1940), а также Цейсе Mikro 233, 250, 264, 272, 279, 314, 322, 340—349, 373
п особенно 401.
79. Стереоскопический препаровальный микроскоп. При работе со слабыми:
увеличениями большую услугу оказывает бинокулярная препаровальная
лупа Лептца с большим полем зрения. Особое преимущество этого
инструмента—большое рабочее расстояние при обширном поле зрения, высокой глу^
винной резкости и большой светосиле. Так, например, диаметр поля зрения
лрп 3,5—10-кратном увеличении достигает 50—22 мм, рабочее же расстояние-
до объекта—около 140 мм. Препаровальные лупы можно применять,в
сочетании со штативами самой различной формы. Этот прибор удобен при
препарировании и исследовании, при инъекциях, измерениях, операциях и т. д.
Посредством простого приспособления объектив лупы можно заменить,
для более сильного увеличения другим; в зависимости от окуляров с ним
можно получать 10, 20, 30-кратные увеличения. Расстояние до объекта
все еще составляет около 79 мм, диаметр поля зрения равен
соответственно 16, 11 и 8 мм.
Зейберт п Цейсе также изготовляют приборы этого типа со сходными
качествами. Кроме того, в качестве препаровальной бинокулярной лупы можно-
применять стереонасадку Рейхерта (увеличение последней 1—50 раз,
расстояние до объекта 540—100 иг.if, поле зрения 105—104 мм; см. также 72).
В гех случаях, когда желательно пметь очень большое расстояние да
объекта, попользуется телескопическая лупа Цейсса (увеличение бинокуляра
0,75—20 раз. монокуляра—до 28 раз). Благодаря большому фокусному
расстоянию (например, прп 6-кратном увеличении—330 мм, при 20-кратном—
все еще 100 мм) эта лупа дает возможность рассматривать при относительно
большом увеличении, например, живых животных в аквариуме, глубоколе-
жащпе органы при операции и т. п. У телескопической лупы, однако, поле-
зрения меньше и светосила ниже, чем у названных выше препаровальных луп.
Удалив приставную линзу, призматическое стекло можно использовать для
смотрения в даль.
81. Для еще больших увеличений (8—336 раз) служит
стереоскопический препаровальный микроскоп Грино. Расстояние от объекта и величина
поля зрения у этого необходимого для многих препаровочных и
экспериментальных исследований прибора меньше, чем у бинокулярной препаровальной
лупы. Для фотс^графической съемки двойной тубус можно заменить
стереоскопической камерой Дрюнера. Подробности см. Дрюнер, 1900, 1925; Цейсе
Mikro 257.

26
Тла в a I
У микроскопа Грино, сконструированного Рейхертом, при сильных
увеличениях вместо парного объектива вставляется также одиночный
объектив, при котором сохраняется прямое изображение. Путем одновременного
включения призматической системы пучок лучей делится на две
симметричные половины и достигает обоих окуляров. Увеличение при одиночном
объективе 190—1080 раз.
82. Для облегчения зарисовки препарата служат различные рисовальные
аппараты. Чаще всего пользуются рисовальной призмой Аббе. Аппарат Аббе
отбрасывает изображение препарата на поверхность для зарисовки двумя
призмами, соединенными в одпн кубик, и зеркалом, прпделанным к боковому
плечу рычага. Благодаря этому, наблюдая одновременно препарат п кончик
карандаша, можно механически обводпть контуры микроскопического
изображения. Разница в освещенности выравнивается вставкой дымчатых стекол.
Аппарат может быть насажен на любой микроскоп. Бумагу для зарисовки
следует располагать на одном уровне с предметным столиком. Лица с
ненормальным зрением при зарисовке должны пользоваться своими очками. Очень
удобен для работы передвпжной столик для рисования.
Рисовальный аппарат Аббе был усовершенствован Цейссом и другими.
У прпзмы вместо прежнего круглого отверстия началп делать отверстие
в форме щели; благодаря этому поле зренпя стало легко просматриваться
до краев. Если кубпк Аббе заменить соответствующей прямоугольной
призмой, то рисовальный аппарат Аббе можно превратить в проекционный
рисовальный аппарат (см.. наставление к пользованию рисовальными
аппаратами у Цейсса Mikro 118, а также Каспер, 1924).
Шумахер (1934) рекомендует выравнивать освещенность плоскостей
изображения и зарисовки, освещая плоскость рисунка лампой с регулируемым
реостатом. Тогда можно также по желанию устранять изображение или
рисунок, не трогая рисовального аппарата. Дымчатые стеклышки в этом случае
не употребляются.
83. Очень рекомендуется, особенно для реконструктивных зарисовок,
объемистый проекционно-рисовальный аппарат Эдингера; благодаря своей
конструкции он может быть одновременно применен и для микропроекцйи.
84. Для измерения величины объекта служит обычно объект-микрометр
или окуляр-микрометр. Первый представляет собой предметное стекло, на
которое нанесен миллиметр, разделенный на 100 частей. Чтобы определить
увеличение, можно при помощи одного из названных рисовальных аппаратов
«срисовать на уровне предметного столика некоторое количество интервалов
объект-микрометра и затем промерить их в обычном масштабе в сантиметрах.
Если потом при такой же комбинации линз, длине тубуса и высоте столика
зарисовываются контуры препарата, то легко определяется его увеличение.
85. У окуляр-микрометра измерительная пластинка находится в окуляре.
При измерениях окуляр-микрометром нужно сперва установить для каждого
увеличения, сколько интервалов объект-микрометра (размеры которых
^известны) приходится на определенное число интервалов окуляр-микрометра,
а затем высчитать истинную величину интервала окуляр-микрометра. Очень
рекомендуется брать измерительный окуляр с передвижной глазной линзой;
это позволяет производить резкую наводку на деления микрометра.
Дальнейшие указания к проведению измерений см. 900. .
Измерительная пластинка вкладывается так, что плоскость с делениями
смотрит вниз (лишь у Зейберта наоборот).
86. Если для измерений используют старые апохроматические объективы
Цейсса, а в качестве измерительного окуляра берется приспособленный для
этого компенсационный окуляр, то один интервал окуляр-микрометра при
нормальной длине тубуса (160 мм) приблизительно соответствует такому
«числу микронов, которое равно фокусному расстоянию взятого объектива;
I

Микроскоп и вспомогательные оптические приборы
27
последнее всегда указано на оправе соответствующего объектива. Таким
образом при цейсоовском апохромате 4 мм интервал окуляр-микрометра
равен 4 fi, при апохромате 8 мм—8 ц, при апохромате 16 мм—16 |i и т. д. Если
на объективах и окулярах обозначены собственные увеличения, то
умножением обоих чисел приближенно получают общее увеличение (обычно для
длины тубуса 160 мм).
87. Цейсе выпускает также так называемый контрастный микрометр по
Гебгардту (1907), у которого деления даются маленькими черными
квадратами, соприкасающимися двумя противолежащими углами (диагональ
одного квадрата равна 1 р.). Ступенчатый микрометр Лейтца позволяет
лроизводить измерение одновременно в двух перпендикулярных друг к другу
направлениях. Подробности см. в наставлении Лейтца и Метца (1912). '
После длительного употребления этого прибора я опять вернулся к
микрометру со старой штриховкой, которая все-таки является наиболее ясной.
88. Точнее обычного окуляр-микрометра работает винтовой
окуляр-микрометр. У этого прибора для каждого увеличения нужно определить с
помощью объект-микрометра значение интервалов измерительного барабана.
89. Для измерения относительно больших препаратов, занимающих
несколько полей зрения, удобно пользоваться измерительным столиком,
который насаживается вместо предметного столика (передвижение до 20 мм, отсчет
по 0,01 мм). Объект помещается на вращающуюся пластинку столика,
снабженную делениями на градусы, ц посредством измерительного винта
передвигается по отношению к перекрестку ланий в окуляре. Величина
перемещения отсчитывается на барабане винта.
90. Для подсчета на определенной площади числа клеток, ядер и т. п.
служит сетчатый окуляр-микрометр. В нем имеется одно квадратное поле
с длиной сторон 5 или 10 мм, разделенное соответственно на квадратные поля
с длиной сторон 0,5 или 1 мм. Во избежание повторных подсчетов каждую
подсчитываемую точку, соприкасающуюся с пограничной линией, всегда
причисляют к полю, расположенному справа или снизу от линии.
При определении площади препарата, простирающегося на несколько
полой зрения, для лучшего отграничения их полезно положить в окуляр на
уровне его диафрагмы четырехугольную вырезку с длиной сторон около
7—8 мм, Ее можно легко сделать, склеив 4 полоски черной бумаги (Нейвей-
лер, 1943).
91. Общие замечания. Приобретая микроскоп, лучше ограничиться
меньшим числом объективов, но зато приобрести хороший средний пли большой
штатов с полным осветительным аппаратом Аббе, который в дальнейшем
можно пополнить крестообразным столпком. Еслп микроскоп должен служить
ц для целей микрофотографирования, очень рекомендуется выбрать штатив
с широким тубусом и ахроматическим конденсором. Из оптики вначале
достаточно иметь один слабый и один сильный ахроматический объективы
(например, с приблизительно 10-и 40-кратным собственным увеличением), а
также слабый и сильный окуляры Гюйгенса (например, 5х и 10х). В качестве
иммерсии обычно используется ахроматическая гомогенная иммерсия 1/12.
Весьма рекомендуется более дорогая и очень эффективная флуоритовая
иммерсия с 95—100-кратным собственным увеличением и к ней
компенсационные или перипланатические окуляры 7х и 15х. Наилучшими являются
апохроматы. Нужно, подчеркнуть, что в настоящее время и ахроматы
настолько усовершенствованы, что удовлетворяют общепринятым требованиям.
92. Подробное описание микроскопа имеется в работах А. Кёлера (1923,
1928), П. Меттцнера и А. Циммермана (1928). Для первоначального
знакомства с микроскопом см. Эрингхауз (1938), Poop (1930), Шеффер. Старые
труды: Амбронн (1892), Апати (1896, 1901), Диппель (1882, 1898), Гартен
(1904), Петри: (1896). Об электронном микроскопе см. Арденне (1940). <•

Глава II
93. Микроскопические препараты помещают на предметное стекло о
длиной сторон 76x26 мм (так называемый английский формат). Используют
лишь чистые белые, стекла, лишенные полос и не слишком толстые. Мутные
предметные стекла бракуются. Шлифованные края необязательны.
Предметные стекла, которые прп рассматривании со стороны ребра выглядят
зеленоватыми, сделаны из стекла плохого качества.
94. Для покрытия препаратов служат покровные стекла—стеклянные
пластинки толщпной 0,15—0,2 мм (прп использовании иммерсионной системы
выбирают по возможности более тонкие покровные стекла!). Обычно достд-.
точны стекла с длиной сторон 18—22 мм; для крупных препаратов и серий
срезов необходимы предметные стекла соответственно больших размеров.
Сильные сухие системы обычно корректированы для покровных стекол
толщиной 0,17 мм; отклонение на 0,01 мм при отсутствии коррекционного
приспособления (см. 18) существенно ухудшает изображение. Слишком
толстый слой бальзама над препаратом влияет на изображение так же, как
слишком толстое покровное стекло.
При обширных сериях значительно дешевле покрывать препараты
слюдой, но препараты, покрытые таким способом, менее удовлетворительны при
рассматривании с сильными иммерсионными системами.
В случае нужды вместо слюды для покрывания препаратов можно
употреблять и куски старой фотографической пленки, удаляя желатиновый слой
горячей водой (Нуцци, 1922). Для очень крупных препаратов, которые
должны рассматриваться только при слабых увеличениях, можно
употреблять очищенные старые фотографические пластинки или диапозитивные
покровные стекла.
95. Лентце (1930) получал хорошие результаты с целлофаном; он
рекомендует его для покрытия срезов больших полушарий мозга. По сравнению
с диапозитивными пластинками целлофан имеет то преимущество, что он тонок
и дает возможность рассматривать препарат при иммерсии. Срез обильно
покрывают жидким канадским бальзамом, а на целлофан кладут на несколько
дней стекдо, которое препятствует образованию на поверхности целлофана
волнообразных морщин. Недостаток целлофана состоит в том, что его
поверхность легко повреждается.
96. Иногда бывает желательно рассматривать препарат при больпдах
увеличениях и с верхней и с нижней сторон. В таких случаях препарат
заключают между двумя покровными стеклами, которые вставляют в
алюминиевое предметное стекло с окошечком, предложенное Гейденгайном.
97. Очистка стекол. Для ценных препаратов лучше использовать
предметные стекла из хорошего белого стекла, не бывшие в употреблении; для
очистки их помещают в 96-процентный спирт или в смесь из равных частей
абсолютного спирта и бензола. Перед употреблением стекла просто
вытирают чистой льняной тряпкой. ✓
ИЗГОТОВЛЕНИЕ И ИССЛЕДОВАНИЕ
СВЕЖИХ ПРЕПАРАТОВ

Изготовление и исследование свежих препаратов 29
Предметные и покровные стекла с налетом мышьяковистого ангидрида
обрабатывают серной кислотой с бихроматом.
Очистка в бихромат — серной кислоте. Предметные и
покровные стекла (как и другие стеклянные предметы), загрязненные краской,
канадским бальзамом и т. д., очищают в бихромат-серной кислоте (цеттнов-
ская жидкость). Для ее приготовления неочищенную серную кислоту
перемешивают толстой стеклянной палочкой с избытком порошкообразного би-
:хромата калия до насыщения. Раствор действует хорошо до тех пор, пока
сохраняет теМнокоричневую окраску. После того как раствор окисляется
л приобретает тёмнозеленую окраску, он становится менее активным.
С предметных стекол, бывших в употреблении, сперва снимают
покровные стекла (см. 99). Затем стекла, предназначенные к очистке, помещают при
комнатной температуре на 1—3 дня в бихромат—серную кислоту (при
применении теплой цеттновской жидкости—на 1 час). После этого их поодиночке
тщательно промывают в проточной воде и для устранения последних следов
кислоты погружают в воду с несколькими каплями аммиака. Затем еще раз
промывают проточной водой и вытирают чистой льняной тряпкой; при этом
стекла берут за края, избегая прикасаться кончиками пальцев к
поверхности.
Стекла, предназначенные для работы с живым материалом, лучше
очищать не в бихромат—серной кислоте, а другим методом (см. 126).
Нужно учесть, что для многих окрасок вредны уже малейшие оставшиеся
следы кислоты.
Очистка стекол по Ум и. Предметные стекла очищают
ножом от грубых загрязнений; приставшие покровные стекла снимают (см. 99).
Затем их помещают в воду, на 1 л которой прибавляют 1 чайную ложку
какого-либо средства для мытья, содержащего перборат, например по Уми.
Здесь их кипятят до омыления или растворения всех остатков смолы, жира
и т. д. (около 15—30 мин.). Грязную воду сливают, и стекла многократно
ополаскивают чистой горячей водой. Затем каждое предметное стекло
погружают в проточную воду и вытирают.
98. Иногда, несмотря на основательную очистку, предметное стекло
неравномерно принимает воду; такое состояние особенно неприятно при
изготовлении серий срезов. Ван Вальзем (1925а) считает, что причина этого лежит
в особых молекулярных свойствах поверхности стекла. Он советует в таких
случаях нанести на предметное стекло каплю 20-процентного едкого натрия
л сильно растереть ее ватным тампоном. Затем тщательно промыть стекло
в воде и вытереть шелковым платком.
Очистка предметных и покровных стекол .от
следов жпра животным углем по Кайзеру (1941).
Из животного угля и бидестиллированной воды приготовляют кашицу,
которую для защиты от высыхания сохраняют в широкогорлых хорошо
закрывающихся склянках. Кашицу тампоном наносят на предметное стекло,
причем стекло держат большим и указательным пальцами левой руки у одной ~
узкой стороны, а другой узкой стороной упирают в чистую стеклянную
пластинку и круговыми движениями при некотором надавливании натирают
кашицей поверхность стекла и полируют ее. Через 1/2 — 2 мин.
предметное стекло хорошо промывают под краном и для высушивания помещают в
сушильный шкаф. Для очистки покровных стекол на очищенной указанным
выше способом стеклянной пластинке (размером около 9x12 см) растирают
угольную кашицу, затем накладывают покровное стекло и натирают его
угольным тампоном. Затем промывают и т. д.
Тампон изготовляют из стеклянной палочки с головкой на конце, которую
обтягивают несколько раз сложенной тонкой кожей. Его обезжиривают,
помещая на несколько дней в 2—3 бензиновые ванны. ,

30
Глава II
99. Снятие покровных стекол. Покровные стекла, приклеенные
канадским бальзамом, снимают со старых препаратов следующим образом:
предметное стекло нагревают, осторожно проводя его нижнюю поверхность над
пламенем; когда бальзам расплавится и начнут подниматься пузырьки
воздуха, покровное стекло легко сдвигают препаровальной иглой.
100. Чтобы получить большое количество предметных и покровных
стекол из ненужных микроскопических препаратов Нагель (1930) советует
применять экстракционный аппарат Сокслета, заряженный ксилолом. В
качестве растворителя я предпочитаю бензол; нагрев лучше производить на
электрической нагревательной плитке. Ввцду огнеопасности работа с аппаратом
требует большой осторожности.
101. Хранение. Очищенные предметные стекла сохраняют сухими в
закрытой стеклянной чашке, защищающей от пылп, или же помещают в
стеклянную банку с притертой крышкой, наполненную смесью равных частей
абсолютного спирта и бензола. В последнем случае соответствующее число
предметных стекол незадолго до употребления вытирают чистой льняной
тряпкой.
102. Наркоз. Наземных животных целесообразнее всего наркотизировать
хлороформом илп эфиром. Для этого животное вместе с ватным тампоном,
пропитанным, например, хлороформом, помещают под стеклянный колпак
и ожидают конца стадии возбуждения. Если животное не должно быть убито,
то его сразу после стадии возбуждения извлекают из-под колпака и осторожно
дают дышать эфиром; с этой целью над мордой животного держат
соответствующей величины стеклянный сосуд, на дне которого лежит ватный тампон,
смоченный эфиром. Собак, кроликов, морских свинок, крыс и мышей лучше
наркотизировать эфиром; кошек и обезьян—хлороформом. Собаки очень
чувствительны к хлороформу и поэтому их следует наркотизировать эфиром;
для получения у них спокойного наркоза настоятельно рекомендуется за
х/2—1 час до дачи эфира подкожно инъицировать 3—5 см3 2-процентного
раствора солянокислого морфия. Кошки и обезьяны чрезвычайно чувствительны
к морфию и применять его к ним не следует.
103. Чтобы наркотизировать водное животное, около 5 см3 хлороформа
или эфира смешивают встряхиванием со 100 см3 воды ж несколько кубических
сантиметров полученного раствора прибавляют к воде, в которой находятся
животные. Очень хорошо действует также прибавление 0,5-процентного
водного раствора хлорэтона (ацетонхлороформ); он может храниться длительное
время. При осторожной дозировке и при использовании чистых веществ этим
способом можно без вредных последствий наркотизировать даже самых
мелких животных. После окончания наркоза ждаотн^хх следует перенести
в свежую, богатую кислородом воду. .
104. Для водных животных (амфибии, дышащие жабрами) хорошими
наркотиками, усыпляющими на длительное время и, повидимому, не
оказывающими вредного действия, являются, по опыту института Шпемана,
наркотики MS 22 или TS 22 Сандон-Нюрнберга. Их растворяют в соответствующей
культуральной жидкости в отношении 1 : 3000.
Цейгер (1935) для наркоза водных; животных рекомендует новонал; его
значительно легче дозировать, чем уретан, особенно для мелких животных;,
при правильном применении он не дает заметного нарушения
кровообращения.
105. Если наркоз окажется слишком глубоким, то при известных
условиях животное можно спасти подкожным впрыскиванием камфоры. В
зависимости от размера и вида животного им вводят 0,1—3 см3 раствора 1 г
камфоры в 9 см3 оливкового масла. Водных животных (по предложению Гролля,
1924) помещают в чашку со свежей водой на-кусочек фильтровальной бумаги,,
под которую кладут несколько кристаллов камфоры. >

Изготовление и исследование свежих препаратов
31
106. Для многих подопытных животных (но не для собак, кошек и
обезьян) рекомендуется также уретановый наркоз. Подкожно инъицируют
10-процентный водный раствор (кроликам около 8—12 см3, морским свинкам
1,5—3 см3, крысам 2—3 см3, мышам 0,15 см3, лягушкам 1,5 см3). Действие нарт
коза проявляется полностью лишь через 1—2 часа после инъекции. Животные
остаются подчас в течение 1—2 дней сонными и оцепенелыми. Водных
животных помещают вплоть до наступления наркоза в сильно разбавленный
раствор уретана.
Если уретановый наркоз не дает результатов, то инъекции не повторяют,
а продолжают наркоз эфиром.
107. Дудих и Кессельяк (1938) применяют уретановый наркоз для
усыпления водных животных в целях последующей фиксации их в растянутом
состоянии. Уретан нужно прибавлять (в кристаллах или в растворе) именно
в тот момент, когда животное находится в этом состоянии. Количество воды
должно быть по возможности большим, концентрация уретана 1—8%.
Для наркотизации в растянутом состоянии животных с сократимыми
лридатками (гидры, мшанки), к уретану прибавляют небольшое количество
"солянокислого кокаина; животных с ресничным аппаратом (коловратки)
наркотизируют путем прибавления солянокислого стрихнина.
108. Для кошек, собак и обезьян надежным наркотиком для инъекции
зарекомендовал себя диалъ. На 1 кг веса животного вводят 0,5 см3 (0,05 г
вещества) Dialum liquidum (диаллилбарбитуровая кислота) внутрибрюшинно.
Животные вскоре впадают в глубокий сон, который может длиться 24—36 часов.
109. Как мнечудалось убедиться на мышах, очень хорошим наркотиком
для инъекции служит нумаль (аллилизопропилбарбитуровокислый диэтил-
амин, Гоффман ла Рош). 10-процентный продажный раствор разбавляют
физиологическим раствором в отношении 1 : 99 и инъицируют подкожно в спину
0,07 см3 на 1 а веса тела. Инъекцию следует производить часа за 3 до операции,
так как животное лишь часа через 2 впадает в глубокий сон, длящийся затем
часами.
110. В зависимости от дозы, более или менее длительную неподвижность
можно получить при помощи кураре, который парализует периферические
нервные окончания. Из 0,1 г вещества в порошке делают взвесь в 10 см3
дестиллированной воды (или в смеси равных количеств воды с глицерином) и
оставляют взвесь стоять 24 часа при частом взбалтывании. Коричневатую
жидкость, отстоявшуюся над нерастворенной частью, используют для подкожных
инъекций (доза для одной лягушки—около 0,5 см3). (Нужно учитывать, что
имеющийся в продаже кураре по своему качеству часто очень неодинаков.)
Так как при параличе от кураре болевая чувствительность сохраняется в
полной мере, то его следует применять лишь в случае крайней необходимости.
Подробности по оперативной технике при экспериментах /на животных
см. Габерланд (1926).
111. Для укрепления животных употребляются соответствующих
размеров операционные станки.
Для мелких животных, например зародышей амфибий, головастиков,
используют стеклянные чашки, залитые воском; в воске выдавливают
углубления, соответствующие величине объекта. Для укрепления служат
дугообразные или прямые кусочки серебряной проволоки, стеклянные иглы и
т. п. (см. также Борн, 1883, 1888, Шпеман, 1921).
112. Для умерщвления животных обычно подвергают действию паров
хлороформа или эфира вплоть до прекращения сердцебиения и дыхательных
движений; производят его в стеклянном сосуде или в деревянном ящике,
ооптом жестью и снабженном застекленным оконцем. По Краузе (1901)
гуманным средством умерщвления является углекислота, которую из бомбы
проводят через трубку под стеклянный колокол. Водных животных можно

32
Глава II
убивать удушьем, помещая в сосуд, заполненный прокипяченной водой и
закрытый сверху стеклянной пластинкой.
Если по особым причинам нужно избегнуть действия указанных выше4
веществ, то мелких животных (лягушки, голуби, мыши и т. п.) убивают,
быстро отрезая им голову крепкими ножницами; после этого у низших
позвоночных нужно еще разрушить иглой головной и спинной мозг. Более
крупных животных (например, кроликов) убивают сильным ударом по
затылку.
113. Для удаления волос у кроликов, собак и т. п. применяют порошок,
состоящий из сернистого бария (50,0 а), углекислого кальция (20,0 а) и талька
{30,0 а). Кач (1922) советует следующий состав: сернистого бария (40,0 а),
окиси цинка (80,0 а); сернистый барий и стронций действуют сильнее, чем
сернистый кальций. Порошок перемешивают с небольшим количеством воды до
образования густой кашицы, хорошо смачивают волосы водой и намазывают
кашицу на шкуру деревянным шпателем. Через 3—5 мин. ее просто очищают.
Слишком длительное действие состава повреждает кожу.
114. Зашитые операционные раны у млекопитающих лучше всего
замазывать коллодием (Collodium elasticum) или мастизолем и сверху наклеивать
немного ваты или марли.
115. Со смертью животного жизнь отдельных клеток во многих случаях
еще не прекращается. При перенесении в соответствующие условия они могут
еще оставаться живыми более или менее длительное время. В зависимости
от состояния жизнедеятельности говорят о свежем, переживающем или живом
препарате.
116. При микроскопическом исследовании свежих препаратов нужно
избегать их подсыхания во время наблюдения. Это осуществляется
прибавлением так называемых индифферентных дополнительных жидкостей; как
правило, они изотоничны исследуемым элементам, но все же не индифферентны
в строгом смысле слова.
117. Природные дополнительные жидкости. Меньше всего повреждаю!
жидкости тела, взятые по возможности от такого же животного: водянистая
влага заполняющая камеры глаза, амниотическая жидкость, сыворотка
крови, плазма крови, лимфа, гемолимфа. Плазма крови получается
центрифугированием свежей стерильно взятой крови. Применяется также
профильтрованный куриный белок.
118. Искусственные дополнительные жидкости. В качестве заменителей
природных жидкостей, которые обычно лишь с трудом добываются в больших
количествах, служат различные простые солевые растворы. Наиболее часто
употребляется физиологический раствор поваренной соли; концентрация соли
в нем несколько варьирует в зависимости от вида животного. Для
млекопитающих рекомендуется 0,9-, для птиц—0,75-, для саламандр—0,8- и для
лягушек—0,64-процентный раствор.
Для.морских животных содержание соли, в зависимости от вида,
повышается до 1,5—2,6% (Родье). В качестве дополнительной Жидкости для тканей
морских животных во многих случаях применяется морская вода.
Если грубая морфологическая структура тканей в течение короткого
срока сохраняется в этом растворе обычно вполне хорошо, то для сохранения
функций он отнюдь не является подходяйщм, так как оказывает отравляющее
действие. Поэтому для более тонких исследований лучше избрать один из
указанных ниже растворов, которые, особенно при насыщении их
кислородом, меньше вредят тканям.
119. Для тканей млекопитающих употребляют большей частью раствор
Рингера следующего состава: хлористого натрия (NaCl) 9,0 а, хлористого
калия (KCl) 0,42 а, хлористого кальция (CaCL) 0,25 а, дестиллированной воды
до 1000,0 см3 (для амфибий всего 6,5 a NaCl вместо 9,0 а). СаС12 следует

Изготовление и исследование свежих препаратов
прибавлять лишь после растворения остальных солей, так как в противном
случае, он выпадает в виде нерастворимого карбоната кальция.
Раствор сохраняется недолго и для важных наблюдений лучше готовите
его перед употреблением.
Другой раствор Рингера, содержащий бикарбонат натрия, имеет
следующий состав: NaCl 8,5 а, KCl 0,25 a, NaHC03 0,2 а, СаС12 0,3 а,
дестиллированной воды до 1000,0 см3. ~
120. Для культивирования изолированных частей зародышей амфибий
Гольтфретер (1931) изменил раствор Рингера следующим образом: NaCl
0,35 а, KCl 0,005 а, СаС12 0,01 a, NaHCOs 0,02 а, дестиллированной воды 100 см*.
Осмотическое давление приблизительно соответствует точке замерзания
А=0,22; pH между 7,8 и 8,2.
121. Раствор нормосаля Штрауба (1920) соответствует раствору Рингера,
но его приготовление значительно проще благодаря наличию готового
препарата. Смесь солей поступает в продажу под названием нормосалъ в
стерильной упаковке. Содержимое одной ампулы растворяют, взбалтывая с
предписанным количеством тепловатой прокипяченной дестиллированной воды.
Готовый раствор не следует нагревать выше 50°.
«Путем определенной предварительной обработки замедляется
растворение кальциевой соли, так что она автоматически входит в состав смеси
с другими солями, растворяющимися раньше нее». Опыты, предпринятые с
раствором, дают право «обозначить эту солевую смесь, как «неорганическую
сыворотку» и приписать ей все те свойства и функции, которыми обладает
сыворотка крови после удаления из нее органических и коллоидных составных
частей» (Штрауб, 1920).
По исследованиям Ростока (1922), в нормосале кусочки органов
сохраняются живыми на несколько часов дольше, чем в физиологическом растворе
поваренной соли.
122. Раствор Локка: NaCl 0,85 а (для холоднокровных 0,65 а), KCl 0,042 а,
ХаНС03 0,02 а, СаС12 0,024 а, дестиллированной воды до 100 см3. Льюис
прибавляет к этому еще 0,5 а глюкозы.
Растворять соли следует в указанной последовательности. Раствор
сохраняется недолго; его нельзя кипятить, так как при этом освобождается С02
и ХаНСОд переходит в нерастворимый карбонат кальция.
Приготовление раствора очень упрощается, если его составлять путем
смешения отдельных основных растворов, которые сами по себе сохраняются
1:т:п:: 9-~:пентнып раствор NaCl, 1-процентный раствор KCl, 1-процент-
^ - итх :т — ::-:=лгзн:го CaCL. 10-пропентнып раствор NaHCOs; можно
~гг::::з^ z : '-— -izr^rzizz тагтхгр глюкозы. Непосредственно перед уцо-
T^efjifzzrü rxKzzzsX'T Ю иг раствора NaCl с 4 см3 раствора KCl, 4 см3 päc-
П':Tz liCuz -5—10 раствора глюкозы, дестиллпрованную воду доливают
х: JV ;.**.~Е:ли раствор нужно стерилизовать, то его нагревают до кипения.
jZi-ic-r охлаждения прибавляют 0,4 еле3 NaHC03 (Барта, 1923).
J2S. Риугиор Тироде состоит из 8,0 a NaCl, 0,20 а СаСЦ, 0,20 а KCl, 0,10 *
Mr_L.- -А 05 г NaH2P04, 1,0 а NaHCOs, 1,0 а глюкозы; дестиллированной воды
х: !'ХО.О см3. Кипятить раствор нельзя; стерилизовать фильтрацией черед
ке-хольдовекпй фильтр (см. также 125).
124. Для поддержания постоянной реакции и для связывания вредных
яутгетг-кислот Феттер рекомендует применять раствор Флейша; он легко сте-
хглизуется, так как оба запасных раствора можно многократно кипятить
Хгхед их соединением.
Раствор I: NaCl 8,0 а, KCl 0,2 а, 1 н. Na2COs 20,0 см3, дестиллированной
2 хы до 500,0 см3.
Раствор II: СаС12 0,2 a, MgCl2 0,1 а, 1 н. HCl 8,0 см3, 1 н. Н3Р04 3,5 см\
Хглстрозы 1,0 а, дестиллированной воды до 500,0 см3. ,
5. Ромейс

34
Глава И
Перед употреблением смешивают равные части обоих растворов (после
охлаждения), причем раствор I наливают в раствор П. Готовый раствор
кипятить уже не следует (pH готового раствора 7,52).
125. Для стерилизации дополнительных жидкостей без кипячения их
фильтруют с помощью водоструйного насоса через бактериальный фильтр.
Фильтры изготовляются трех степеней тонкости. G (грубый для дрожжей),
М (средний, типичный бактериальный фильтр) и F (тонкий).
Фильтры можно стерилизовать как в сушильном шкафу, так и в
автоклаве, но их нужно вставлять в холодный стерилизатор холодными и после
нагревания до 120—150° в нем же и охлаждать.
126. Для очистки фильтра на фильтровальную пластинку наливают
концентрированную серную кислоту, подогретую приблизительно до 80°:
при этом к кислоте прибавляют немного азотнокислого калия или смеси
NaN034-NaC104. Оставляют стоять на ночь, отсасывают жидкость и
промывают под вакуумом дестиллированной водой до тех пор, пока фильтрат не
перестанет давать помутнения с солянокислым раствором хлористого бария.
При этом способе все продукты реакции очищающего раствора легко
растворяются в воде и не адсорбируются стеклом. Следует предостеречь от
употребления бихромат—серной кислоты для очистки стеклянных фильтров,
соприкасающихся с живыми объектами, так как при этом они легко
отравляются адсорбированными хром-Ш-солями, образующимися при
восстановлении хромовой кислоты.
127. Изготовление свежих препаратов. Тонкие, прозрачные, плоские тка-^
невые структуры такие, например, как брыжжейка, сальник некоторых
животцых, хрящевые пластинки, волосы, тонкие кровеносные сосуды или
нервы,' соскобленные клетки (например, из эпителия ротовой полости),
сперматозоиды, некоторые виды яйцевых клеток и т. п. могут подвергаться
микроскопическому исследованию без дальнейшего измельчения. Большинство же
органов для этого нужно сперва измельчить.
128. Для измельчения соответствующий орган разрезают острым ножом
или ножницами на маленькие кусочки, которые переносят на предметное
стекло в каплю индифферентной жидкости; дальнейшее размельчение
производят обычно при помощи препаровальных игол.
Иглы должны быть очень острыми и с незагнутыми кончиками. Время от
времени их следует подтачивать наждачной бумагой или на куске песчаника.
Если приходится иметь дело с объектом, который должен быть разделен на
волокна в продольном направлении, то одной иглой закрепляют кусочек,
а другой расщепляют волокна, двигая иглу в направлении,
перпендикулярном ходу волокон препарата. При расщеплении нужно брать небольшую
каплю жидкости. Часто выгодно расщеплять объект в полуподсушенном
состоянии.
129. Для облегчения расщепления препарата Шмельцер (1934) советует
расчесывать его при помощи двух игольных гребешков. Для изготовления
игольного гребешка в металлическую трубочку длиной около 11 см и
шириной около 2,5 мм вставляют 5—6 тонких плотно прилегающих друг к другу
игл; их вдвигают тупыми концами примерно на 8 мм вглубь и прочно
фиксируют, расплющивая трубочку. Иглы должны торчать из трубочки примерно
на 1,5 см, на одном уровне.
Применение игольных гребешков. На предметное стекло
помещают кусочек ткани, подлежащей расщеплению; острия левого гребешка
ставят на правый край кусочка под углом около 45°; острия правого гребешка
просовывают в просветы левого так, чтобы оба гребешка перекрещивались.
Затем захватывают ткань за край и быстро обрабатывают ее правым
гребешком, тогда как левый остается на месте неподвижно. Так продолжают делать
до тех пор, пока весь материал не будет перемещен направо. Затем

Изготовление и исследование свежих препаратов
35
расщепленный материал снова собирают в кучку и процедуру повторяют,
пока не получится достаточное разделение частей ткани. Игольный.гребешок
.вполне применим и для растягивания тканей. i
130. В некоторых случаях материал размельчают растиранием грубой
наждачной бумагой, не бывшей в употреблении (Шмельцер, 1934). Материал,
иногда сперва расчесанный, покрывают затем 2—3 каплями глицерина к на
подкладке из наждачной бумаги превращают в очень тонкую кашицу при
помощи грубой наждачной бумаги, приклеенной к нижней поверхности
бутылочной пробки; при этом пробкой осторожно производят круговые
размалывающие движения. Следует избегать раздавливания материала
выступающими из наждачной бумаги обломками кремня.
131. Для очистки оболочек от приставшего клеточного материала
и т.^1. применяют препаровальную иглу, конец которой, длиной около 3 мм,
загнут под углом, расплющен и с одного края заострен. Если кисточку из
волоса куницы укоротить приблизительно до 3 мм, то ею можно производить
твердые, однако все же не повреждающие объект мазки, с помощью которых
достигается весьма полное очищение (Нейбер, 1940).
132. Для проведения работ с тончайшим препарированием Гохштеттер
(1931) рекомендует препаровальные перышки. Для этого он использует недо^-
развитые чрезвычайно эластичные маховые перья вальдшнепа или бекаса,
гибкость которых быстро убывает по направлению к стержню. Стержень
такого перышка вставляют в деревянную палочку, снабженную
соответствующим отверстием, и укрепляют в нем при помощи капельки
целлонового лака.
Препаровальные перышки можно также применять для ориентировки
эмбриональных препаратов при фотографировании, для удаления осадков
или сгустков крови с поверхности органов, для расправления и
разглаживания целлоидиновых срезов и т. п.
При обработке очень мелких объектов очень удобны волосяные петли и
шпатели (Щуурман и Штекховен, 1931). Для изготовления ^акой петли волос
втыкают обоими концами в кончик оттянутой стеклянной трубки и укрепг
ляют в этом положении каплей парафина. Петлю используют следующим
:»бразом: поднимают ею объект со дна, пока он не достигнет поверхностной
пленки жидкости. Затем его можно «вырвать> из поверхностной пленки п
внутри пленочки из жидкости, натянутой в волосяной петле, перенести на
предметное стекло.
Волосяной шпатель изготовляется из твердого волоса, например ш
:н:к: г:. который укрепляется в оттянутой стеклянной трубочке только одним
:-: типом. Затем волос •уплошается> между двумя горячими лапками плоско*
-;тпеБ. ^
133. Другим необходимым инструментом служит расщепляющий пинцет.
z представляет собой пинцет нормальной величины с широкими, крепко
впитывающими лапками, которые переходят в очень тонкие концы, точно
i ~ х тrzэнные друг к другу (Гохштеттер, 1931). Концы эти снабжены внутри
~ т г .хъным желобком, идущим к .острию, и очень тонкими поперечными
:-г~т-:азп1. *:
1-L4. Резка бритвой. Консистенция некоторых тканей такова, что с них
:.--.тсео срезать бритвой прозрачные пластинки. Действительно хорошие
.-зулътаты получаются, однако, лишь при большой практике.
При резке нужно обращать внимание на следующее: первое требование—
т: хороший, очень острый нож, лишенный зазубрин. Кусок, подлежащий
:•:::--?. следует крепко захватить большим, указательным и средним пальцами
.-:i:z руки, которая должна прочно опиратьсяна доску стола. Если препарат
я : х z удерживается с трудом, то его нужно зажать в сердцевину бузины или
—ттненный спиртом кусочек печени; режут по направлению к себе
3*

(не от. себя); При резке всегда протягивают бритву, а не надавливают ею, так
-,ято прц каждом срезе через препарат должно протянуться в горизонтальном
направлении по возможности, все лезвие ножа. Чтобы уменьшить прилипание
.среза к лезвию ножа, объект режут во влажном состоянии; для этого перед
каждым срезом лезвие и поверхность препарата смачивают соответствующей
жидкостью. Вначале следует научиться делать мелкие, но по возможности
тонкие срезы, а затем более крупные. Срез смывают, погружая дож
в соответствующую жидкость. После употребления бритву тщательно
вытирают досуха, во избежание повреждения лезвия и полировки
ржавчиной.
Часто вместо бритвы с успехом применяют неиспользованные лезвия
для безопасной бритвы. Особенно можно рекомендовать лезвия в случаях,
.когда нужно разрезать препарат очень точно, так как при их употреблении
объект не мнется^, обухом ножа.
Сердцевину бузины лучше собирать осенью из отмерших побегов.
Сердцевина извлекается из них без труда; обычно достаточно надавить пальцев,
чтобы сердцевина освободилась от окружающих частей.
Для зажимания в сердцевину бузины ее расщепляют и вкладывают
в нее объект; для более крупных объектов можно предварительно сделать
желобок и прочно охватить сердцевину 2—3 раза. маленьким резиновым
кольцом, диаметром около 1 см. Затем верхний конец сердцевины срезают
в виде клина.
135, Для точки бритвы требуются желтый ж сине-зеленый точильные
бруски. Камень следует смачивать только чистой или мыльной водой, но не
маслом. Сперва правят на желтом бруске; нож кладут плашмя и, не
надавливая, проводят по всему бруску, держа все время лезвием вперед, так, чтобы
во время одного движения лезвие ножа постепенно вошло в соприкосновение
с бруском на всем своем протяжении; лезвие ведут, начиная с рукоятки, по
направлению к концу. После этого нож переворачивают через обух' и
таким же образом ведут назад другой стороной. Так продолжают делать до тех
пор, пока все лезвие не станет острым и лишенным зазубрин. Затем нож
вытирают и продолжают точку на сине-зеленом бруске. Перед этим брусок
растирают вторым меньшим камнем («растерка») до образования небольшого
количества мути.* После этого нож еще несколько раз протягивают на ремне
для правки, но теперь вперед не лезвием, как на камне, а обухом. Ремень
для правки большей частью имеет 4 стороны, из которых сторона с камнем
обычно не используется. Красная, кожаная, сторона покрыта грубозернистым
наждаком, черная—мелкозернистым, на четвертой же стороне натянута
нежная кожа (при правке придерживаются этой последовательности). Время
от времени покрытые наждаком полоски кожи следует очищать; их оттирают
небольшим количеством сливочного масла и вычищенную поверхность кожи
опять крепко натирают кусочком покупной наждачной массы размером
в горошину; проще всего это делать расширенной частью гладкостеннож
круглой склянки.
> Вместо желтого и зеленого оселков некоторые пользуются так
называемым арканзасским масляным камнем, который смачивают не водой, а
глицерином со спиртом (1 : 2, спирт 90-градусный).
Плоско-вогнутые бритвы протягивают на оселке, главным образом
вогнутой стороной.
136. В некотррых случаях для резки применяют так называемый
двойной нож. Он состоит из двух параллельных лежащих друг над другом лезвий,
которые при помощи винта могут быть больше или меньше сближены. При
резке двойной нож смачивают, быстро проводят ножом по органу, например
по свежей печени, и перерезают ее. Орган распадается на две крупные части
и на тонкий диск, находящийся между обоими лезвиями. Для извлечения

Изготовление и исследование свежих препаратов
диска лезвия отодвигают друг от друга с помощью винта (можно данузд?сяц&г
лезвие), после чего цргружают нож в соответствующую жидкость, - г — .,
137. Во многих случаях для изготовления свежих препаратов исполь-:
зуют замораживающий микротом. Кусочки органов, подлежащие исследо-;
ванию,. непосредственно после взятия из организма помещают да
замораживающий столик. Срезы собирают в индифферентную жидкость или» еще>
лучше, по способу, разработанному Шультц-Браунсом (1931), переносят
в замороженном состоянии с охлажденного ножа прямо на предметное стекло-
Подробнее о технике замораживания см. 520. При исследовании срезов нужно,
конечноj иметь в виду, что кристаллы льда могут вызвать искусственные равг
рывы ткани и т. п. .
138. Покрывание препарата. Готовый расщепленный препарат или
срез нужно по возможности быстро накрыть покровным стеклом, на нижнюю
поверхность которого предварительно наносится капля индифферентной
жидкости для наблюдения. Общее количество жидкости должно быть рассчитано
так, чтобы она как раз заполняла щель между покровным и предметным
стеклом. Если жидкости слишком много, то она выступает за края и часто
увлекает за собой наиболее тонкие частицы препарата. Если капля слишком
мала, то появляются пузырьки воздуха, которые видны под микроскопом
в виде шаров и кругов с черными кодтурами и мешают рассмотрению
препарата.
139. При покрывании нежных препаратов, во избежание их
раздавливания, на четырех углах покровного стекла делают восковые ножки; для
этого каждым утлом слегка наскабливают немного мягкого воска. Легко
нажимая на углы покровного стекла стеклянной палочкой, можно уменьшить
высоту камеры покрываемого препарата и удержать объект в определенном
положении. Для ножек можно использовать обыкновенный пчелиный воск,
лучше же—так называемый клеющий воск. Для приготовления клеящего
зоска на водяной бане размешивают расплавленный воск (2 весовые части).
: венецианским скипидаром (1 весовая часть) и смесь остужают.
Вместо восковых ножек можно также применять тонкие стеклянные-
нити, подбирая толщину их в соответствии с толщиной объекта.
140. Непосредственно после покрытия препарата целесообразно окац-
гэвать его по способу, подробно описанному далее (см. 820), или покрыть,
см. 815). Этпм предупреждается испарение жидкости, взятой для наблюдем,
идя. приводящее к вредному изменению ее концентрации. Одновременно
zpezapar сказывается защищенным от возможного смещения и от давления
1=1 I:.— гт^Гу^г: z z: zzez.z&zh на свежем препарате действие
различат ^зттт^оз. г: зо*з::з:± t^zz z*z*kt сперва только по длинным краям,
b:sz>:3»:cz rrfsz*. ~:>:tzz~ стороны оставляют открытыми. Если тонкод
.'-M-ij':\i zsz?zz:z нанести на открытый крап немного жидкости, а у проти-:
loiLMisHiro края наложить полоску фильтровальной бумаги, у шириной-
з zt7zizeio сгекпо. то фильтровальная бумага будет отсасывать жидкость,.
zizrzzzTTTicH под покровным стеклом; одновременно будет втягиваться новая;
r^zFTM-Tb. прибавленная с противоцоложнрго края. Таким путем ;МОЖцрг
rszzzTb под покровное стекло различные жидкости и прослеживать ш
влияние на препарат. . - ; ;\ _ t.."л \>
142. Испарения жидкости, в которой ведется наблюдение, можно
избежать и путем применения так называемых влажных камер. При маленьких
объектах для этого служат предметные стекла с лунками, представляющими
собой более или менее глубокое сферическое углубление, вышлифованное
в середине стекла. Над углублением помещают покровное стекло несколько
большего размера, на нижней поверхности которого помещают препарат
в висячей капле жидкости. Затем- края покровного стекла заделывают

38
Глава II
вазелином, маслом, воском или парафином, в результате чего маленькое
пространство скоро насыщается влагой настолько, что дальнейшее испарение
исключается. При наложении покровного стекла нужно следить, чтобы капля
^ядкости не коснулась дна или краев влажной камеры.
143: Чтобы изготовить влажную камеру, можно также положить на
обычное предметное стекло маленькое стеклянное кольцо, накрыть его
покровным стеклом и соответствующим образом герметически изолировать.
Если пространство камеры велико, то во избежание слишком значительного
концентрирования жидкости капли в результате испарения, на дно" камеры
помещают немного жидкости. Большую влажную камеру можно приготовить
из любой хорошо закрывающейся стеклянной банки; на дно ее кладу*
смоченную фильтровальную бумагу или хорошо промытый мокрый песок.
144. Для изучения свежего клеточного материала, полученного,
например, при соскабливании ножом поверхности разреза органа, можно
с успехом применять маленькие диски из сердцевины бузины, которые
рекомендовал Арнольд для исследования клеток крови (см. 1301; получение
сердцевины бузины см. 134).
145. Чтобы расщепленный препарат окрасить и перевести без потерь
в среду для заключения, применяется способ, который в принципе был
рекомендован уже Овертоном (1890). Если желательна фиксация, то
предметное (или покровное) стекло с расщепленным материалом сперва помещают
в чашку Петри с парами иода, четырехокиси осмия или формалина.
Для получения паров иода нагревают в пробирке несколько кристаллов
иода до появления обильных паров; благодаря их тяжести пары можно
«налить» на препарат, перевернув пробирку. Объект фиксируется ими
моментально. Через 2—3 мин. препарат для изгнания иода нагревают в течение
такого же срока до 40°. Фиксация парами осмия (см. 285) производится в
течение 1—2 мин. Для воздействия парами формалина фильтровальную бумагу,
лежащую на дне чашки, обильно смачивают неразведенным формалином и дают
парам действовать в закрытой чашке в течение %—1 часа. После фиксации
в чашку высотой около 2 см помещают маленький стеклянный треножник
и на него кладут предметное стекло объектом вверх; препарату при этом
нё дают подсыхать. Затем на препарат наносят пипеткой 1—2 капли 20-
градусного спирта, на дно же стеклянной чашки наливают абсолютный спирт *
• слоем в 2—4 мм, к которому прц желании еще прибавляют прокаленного
медного купороса. Наконец, чашку плотно прикрывают стеклянной
пластинкой и ставят на место с постоянной температурой (не на солнце!).
Через сутки спирт на препарате настолько сильна концентрируется,
что препарат можно осторожно покрыть 1—2 каплями жидкого (примерно
1-процентного) раствора целлоидина; наклоняя препарат из стороны в сторону,
целлоидин распределяют по нему ровным тонким слоем. Как только
целлоидин перестанет заметно течь, предметное стекло (объектом вверх) быстро
йогружают в 80-градусный спирт, в котором целлоидин и застывает. Уже
через несколько минут препарат можно подвергнуть дальнейшей обработке
любыми красящими растворами, не опасаясь всплывания объекта. Если^
препарат заключается в бальзам, то можно избежать растворения
целлоидинового слоя, обезвоживая его не в.этиловом, а в изопропиловом спирте
(см. 832), карбол-ксилоле (ш.831) или терпинеоле (см. 833).

Глава III
ЖИВОЙ ПРЕПАРАТ
146. Свежие препараты, приготовлению и изучению которых была
посвящена предыдущая глава, очень часто уже нельзя считать живыми.
Изолированный препарат можно называть живым лишь в том случае, если он
обладает характерными жизненными функциями (ассимиляция, автономное
движение и деление и в особенности рост). Мелкие живые организмы, такие
как простейшие, многочисленные'беспозвоночные (особенно на ранних
стадиях развития), могут без труда помещаться под микроскоп в маленьких
сосудах, микроаквариумах и т. п., и в той мере, в какой позволяет
прозрачность этих объектов, их жизненные проявления можно изучать без особой
аппаратуры.
Напротив, в тех случаях, когда приходится изучать при сильных уве-.
личениях живые клетки и живые ткани крупных непрозрачных органов,
сразу же возникают значительные трудности. Однако благодаря
усовершенствованию методики за последние два десятилетия и в этом отношении
достигнуты значительные успехи. Микроскопические исследования живых органов
некоторых животных были известны и возможны уже с давних пор; их лишь
оттеснило на задний план господство техники фиксации и окраски.
147. Лягушка служит примером объекта, на котором издавна ведутся
наблюдении за живыми тканями; в наркотизированном состоянии многие
органы лягушки, как, например, легкие, брыжжейка, "ярык, кожа,
пигментная ткань, нервы и т. д., можно рассматривать даже при большом
увеличений. На растянутом мочевом пузыре можно исследовать функции мышечных
клеток, соединительной ткани, эпителия, кровеносйых сосудов. Но и на
млекопитающих давно уже велись подобные наблюдения; например,
исследования Кюне и Ли (1874) над секреторными клетками поджелудочной железы
кролика, а также Ленгли (1879) с околоушной железой. В последнее время
эти исследования были возобновлены с применением современных методов
Гиршем (1931, 1932), Рисом (1935, 1937) и другими.
148. Методы исследования живых тканей можно разделить на две
группы: а) методы исследования живых тканей при ненарушенной связи
их с организмом и б) методы исследования живых тканей, извлеченных
из тела.
149. К методам первой группы относятся, между прочим,
микроскопические наблюдения щщ кровообращением, впервые предпринятые еще Левен-
гуком. Подробная сводка по технике исследования применительно к
холоднокровным имеется у Кдеменсевича (1921). Ломбард (1912) при наблюдении
поверхностных, кровеносных сосудов ногтевого ложа разработал методику,
применимую на человеке. Для этого на ногтевое ложе наносят крупную каплю
сгущенного кедрового масла или канадского бальзама, накладывают
покровное стекло и под 60—120-кратным увеличением при интенсивном косо
падающем свете (лучи концентрируются собирательной линзой) наблюдают
капилляры и мелкие кожные сосуды (ток крови, сокращение, ход сосудов,

40
Глава III
типы петель и т. п.). Подробности см. Вейсс (1921). Благодаря улучшению
технических средств (капиллярный микроскоп О. Мюллера) удается
наблюдать и фотографировать капилляры как ногтевого ложа, так и любого другого
участка кожи (см. Беттман, 1926, и О. Мюллер, 1937, 1939).
150. К методам первой группы, принадлежит и глазная микроскопия, при
которой используют роговичный микроскоп в соединении с гульстрандовской
щелевой лампой (см. А. Фогт и Kenne, 1921); эта методика была затем
применена Фонвиллером для исследования и других тканей. Дальнейших успехов
достиг Фонвиллер (1925) при помощи улучшенного опак-иллюминатора (см.
также 63—65), который в некоторых случаях позволяет применять сильные
увеличения (иммерсии) для наблюдения живых тканей, не извлеченных из
организма. Это особенно удобно в том случае, если под наблюдаемую ткань
можно просунуть искусственный рефлектор в виде кончика хирургической
иглы, серебряной пластинки, капли масла и т. л. Этим путем удается,
например, наблюдать ядра клеток живой человеческой кожи при самом сильном
увеличения (Фонвиллер и Ваннотти, 1931).
151. Область применения микроскопирования в падающем свете (см.
63—65) для исследования живых органов была особенно расширена
благодаря сочетанию с люмпнисцентной микроскопией (см. 68). С этой целью
Эллингер и Гирт (1929) инъицировали флуоресцирующий краситель (флуо-
ресцеин или трппафлавин) в лимфатический мешок, подкожную клетчатку
или кровяное русло наркотизированных животных. Затем поверхность
исследуемого органа обнажали, чтобы падающий ультрафиолетовый свет
вызвал собственное свечение проникшего в орган красителя. Для окраски
растворяют 1 г натриевого флуоресцеина или трипафлавина в 500—1000 см3
рингеровского раствора и инъицируют, в зависимости от размеров
животного, 0,2—1 см3 (лягушка) или 0,5—2 см3 (крыса) раствора. Окраска наступает
уже через несколько минут после инъекции! (при трипафлавине несколько
позднее, чем лри флуоресцеине). Интенсивность и длительность окраски
зависят от количества инъицированного раствора красителя и прежде всего
от кровообращения. Флуоресцеин подкрашивает главньщ образом
щелочные элементы клеток (сыворотку, цитоплазму), трипафлавин же—кислые,
(прежде всего ядра), причем, особенно при окраске трщгафлавином, картина
сильно зависит от колебаний в реакции ткани.
152. При исследовании методами второй группы, при эксплантации
или культивировании, ткань удаляется из организма и поддерживается н
живом состоянии в соответствующей среде. В зависимости от того, просто ли
поддерживается жизнь ткани или происходит активный рост, можно
говорить о переживающем препарате или собственно культуре ткани.
153. В область культуры ткани частично входит и микрургия. Развитию
этого раздела особенно способствовало усовершенствование соответствующих
методик и приборов (микродиссекционный аппарат, микроманипулятор)'
Щрутеном, Чемберсом и Петерфи (Петерфи 1924а, Ь; 1926, 1928). ;
: 154. Технике культуры ткани положили начало работы - Гаррирона,,.
который выращивал ткани лягушки на стерильной лягушачьей сыворотке.
Зятем Берроуз. открыл более благоприятную среду для культур—плазму
крови. С тех пор техника культивирования ткани/настолько детально,
разработана, что здесь ее можно изложить лишь в основных чертах. Подробности
см, Каррель (1928), Леви (1928),, Демут (1929), А. Фишер (1933), Паркер
(1938), .Карредь и Линдберг (1938) и И. Фишер (1942).
155, При закладке тканевых культур- нужно "в, первую очередь строго
ообдюдать чистоту, и асептичность. Все инструменты, посуда. и; т. п., испольп
ауемьф црн постановке культур, должна .быть стерильньши. Небрежна/*
работа: неегда приводит к неудаче* При постановке культуры следует продумать
ecev вплоть до _ самых мелких манипуляций.

Живой прецарат
41
156. Подготовка. Чистка стекла (предметные и поьфовные стекла,
пипетки, чашки и т. д.) производится следующим образом:'стекло кипятят
полчаса под крышкой в. крепком растворе ядрового мыла, затем отмывают.
от мыла в; проточной воде, переносят в 96-градусный спирт и, наконец,
вытирают чистой тряпкой. Грязные стекла кладут перед этой обработкой
на 24 часа в азотнокислый калий с серной кислотой (см,'126).
Для тканевых культур в качестве покровных стекол лучше-пользоваться
пластинками слюды; по отношению к ткани они индифферентнее стеколг
которые из-за отдачи щелочи могут влиять на рост (А. Фишер, 1927, 1933).
Во всяком случае покровные стекла, уже бывшие в употреблении, для
культуры тканей непригодны. Рекомендуемый размер 24 мм X 50 мм.
Углубления у предметных стекол с вышлифованными лунками чаще
всего имеют 20 мм в поперечнике и 2—3 мм глубины.
Для переноса плазмы крови, эмбрионального экстракта и т. п.
используют пастеровские пипетки с резиновыми колпачками.
Стерилизация хирургических инструментов, необходимых для
оперирования животных, производится 15-мцнутным кипячением в 1-процентном
растворе соды. Ножи не кипятят, а помещают на 1 час в 70—90-градусный
спирт, а перед употреблением вытирают стерильной марлей.
Лигатурный шелк, резиновые колпачки, резиновые пробки кипятят
15 мин. в чистой дестиллированной воде.
Тампоны, компрессы и т. п. стерилизуют в течение 1 часа в аппарате:
Коха или 30 мин. в автоклаве.
Стеклянные предметы и инструменты, используемые для закладки
культур, прогревают в стерилизаторе с горячим воздухом в течение 30—45 мин.
.при температуре около 150°. Затем газ выключают, и стерилизатор медленно
охлаждается. Стерилизуемые предметы предварительно заворачивают
поодиночке в тонкую оберточную бумагу; покровные стекла, и предметные
стекла с лунками .целесообразно разложить также поотдельности в чашки
Петри. Вазелин и парафиновое масло тоже следует лростерилизовать в сухом4
стерилизаторе.
Дестиллированная вода, применяемая для изготовления растворов, должна-
быть редестиллирована в иенском стекле.
Вместо ватных тампонов для стерильной закупорки пробирок и маленьких
сосудов для культур рекомендуются так называемые капсенберговские крышки-
Для плоскодонных колб и т. п. Кнолль предложил покрышки из иенского
стекла. При обоих типах покрышек уменьшение веса содержимого сосудов,
от испарения сведено до минимума (см. Капсенберг, 1940, Кнолль, 1941).
5 157.* Для получения плазмы крови особенно пригодщя куры, так как
их плазма при соблюдении соответствующей методики может сохраняться^
не свертываясь, месяцами. Плазма кроликов и морских свинок сохраняется;
в лучшем случае в течение нескольких дней; плазма крыс даже при
тщательном приготовлении свертывается самое позднее через несколько часов
(см* также 159). При получении плазмы крови нужно учитывать, что она-
свертывается при соприкосновении е непарафинированными. или несмазан-
ними маслом предметами и при загрязнении тканевым соком.
В день взятия кровц животное не следует кормить, так как слишком
большое количество жира в плазме мешает рассматриванию культур. Кроме
того* следует избегать слишком длительного наркоза.при получении крови,
так как на плазме глубоко занаркотйзированных животных культуры рартут
ЦЛОХО. : ...
158. Ледяной метод получения плазмы: а) под наркозом и при-строгом со-у •
фцрденцц асептики обнажают правую или левую общую сонную артерии*
идарлируют ее на протяжении^—3 см; $) мягким артерцальным зажимов
зажимают артерию по возможности ближ&к сердцу; в) церевязызафт артерию*

Глава III
как можно ближе к голове; г) на изолированный сосуд накладывают
открытую лигатурную петлю; д) эту область очищают тампонами, и артерию'
смазывают стерильным парафиновым маслом; е) делают косой надрез стенки
сосуда тонкими ножницами и, удерживая край раны тонким пинцетом,
вставляют смазанную стерильным парафиновым маслом канюлю для взятия крови
и крепко завязывают ее предварительно приготовленной лигатурой; ж) от-
- крывают зажим и вытекающую кровь (отбросив первые капли) собирают
в стерильные парафинированные и охлажденные льдом центрифужные
пробирки; пробирки закрывают стеклянными колпачками или стерильными
пробками и сразу же центрифугируют в течение 15 мин. при 3000—3500 об/мин;
-з) полученную таким образом светлую желтоватую кровяную плазму
разливают стерильной парафинированной пипеткой в такие же пробирочки.
Хранят в леднике.
159. Гепариновый метод получения плазмы по Крациуну. Этот метод
сильно упрощает получение кровяной плазмы. Он основан на том, что
прибавление гепарина удерживает кровь от свертывания на недели й месяцы;
гепарин является продуктом распада белка и получается из печени. Приго-
товляют^-процентный раствор гепарина на 0,85-процентном растворе. NaCl.
Его можно стерилизовать в автоклаве. О получении продажного гепарина
•см. Хоуэл и Холт (1918).
При этом методе получения плазмы люэровским шприцем, охлажденным
на льду, набирают 0,5—1 см3 раствора гепарина, затем 15—20 см3 крови
(из брюшной аорты или из сердца) и все вместе выпускают из шприца в
охлажденную центрифужную пробирку, которую оставляют на льду еще на 2—
3 мин. Быстрое взятие крови и хорошее перемешивание лучше всего удается
при наличии короткой и достаточно толстой иглы. Вместо этого можно
выпускать кровь из обнаженной сонной артерии (см. 158) прямо в охлажденные
центрифужные пробирки с налитым в них раствором гепарина.
Заполненные центрифужные пробирки центрифугируют 15 мин. при
3000—3500 об/мин. Полученную плазму разливают пипетками по 1 см3
в стеклянные ампулы' (иенское стекло). Запаянные ампулы хранятся в
прохладном месте. При этом методе полностью отпадает парафинирование,
смазка маслом канюль и сосудов и т. д.
Гепариновый метод превосходит старые способы, при которых
свертывание крови задерживалось прибавлением щавелевокислого натрия.
160. Получение лягушачьей лимфы. Наркотизированную лягушку
подвешивают головой вниз на вытянутых задних конечностях. Тогда лимфа через
некоторое время собирается в большом спинном лимфатическом мешке;
тлешок' вскрывают, делая ножницами сверху на уровне таза кожный разрез
в форме угла. Если затем пинцетом оттянуть край кожи, то можно легко, не
задевая тканей, ввести стерильную парафинированную пипетку и извлечь
лимфу.
161. Для получения гемолимфы из куколок бабочек их кладут на
короткое время в 90-градусный спирт и вскрывают полость тела медиальным
разрезом (Гольдшмидт, 1916). Указания по получению других культуральных
•сред для беспозвоночных см. Кронтовский (1923), а также И. Фишер (1942).
162. Закладка культуры на покровном стекле.
а. Предназначенную для культивирования свежую ткань, взятую от
донора стерильно, помещают на стерильную стеклянную подкладку и
разрезают острым катарактальным ножичком (ножи Грефа) на маленькие кусочки
толщиной 0,3—0,4 мм с длиной стороны 1—2 мм. Лучше всего четырьмя
разрезами придать кусочкам квадратную форму. Плоскости разреза должны
^5ыть по возможности ровными. Раздавливания и дерганья следует избегать.
Чтобы кусочки не подсыхали, их сперва переносят на плоском лезвии ножа
я лунку предметного стекла, наполненную стерильным локковским раствором.

Живой препарат
43
б. На покровное стекло, служащее для культивирования, наносят отае-
сно поставленной пастеровской пипеткой с резиновым колпачком одну каплю
плазмы, которую катарактальным ножичком быстро расширяют, придав ей
круглую форму (диаметр около 15 мм).
в. После этого подготовленный кусочек ткани переносят на лезвие в
середину капли плазмы, распластывают его, прибавляют одну каплю
эмбрионального экстракта и быстро перемешивают ножичком. Через 30—60 сек.
наступает свертывание.
е. Тем временем предметное стекло с лункой на расстоянии
приблизительно 1 см справа и слева от углубления намазывают вазелином (стерильной
стеклянной палочкой). К этому стеклу прижимают второе предметное стекло
с лункой, повернутое верхней стороной книзу, так что вазелин
распределяется тонким слоем. Затем подготовленное таким образом предметное стекло
накладывают на покровное стекло с культурой. После свертывания плазмы
стекло переворачивают и покровное стекло окантовывают еще с помощью
кисточки расплавленной смесью парафина и канадского бальзама (100.: 10).
Наконец, предметное стекло переносят в термостат (39°).
Во избежание заражения из воздуха покровные и предметные стекла
во время перерывов в работе всегда покрывают крышкой от чашки
Пётри и т. п.
При сравнительных исследованиях важно, чтобы количество,
растекание и толщина капли плазмы были по возможности сходными. Среда не
должна касаться края лунки. Плазма не должна свертываться до
помещения в нее кусочка ткани.
Прибавление эмбрионального экстракта для кратковременного
культивирования ткани не является обязательным, но оно необходимо при
длительно продолжающемся росте.
163. Существование культуры на покровном стекле, если не приняты
особые меры, продолжается недолго, так как, с одной стороны, в культураль-
ной среде исчерпывается кислород и питательные вещества, а с другой
стороны, в нее выделяются вредно действующие продукты обмена клеток
эксплантату. Однако, как обнаружил Каррель, жизнь тканевой культуры можно
продолжить сколь угодно долго, если освобождать ее время от времени
промывкой от вредных продуктов обмена и переносить в свежую питательную
среду.
Срок переноса в новую среду определяется в первую очередь температу- 1
рой. Культуры тканей млекопитающих, которые выращиваются при
оптимальной температуре 39°, уже на 3-й день обнаруживают дегенеративные
явдения. Поэтому они должны переноситься в свежую плазму каждые
2—3 дня.
Однако при 20° (комнатная температура) процессы обмена веществ
настолько замедлены, что и для тканей млекопитающих пересев культуры
требуется лишь через 2—3 недели. Это обстоятельство имеет большое
практическое значение для поддержания тканевых штаммов.
Исходя из исследований А. Фишера (1933), лучше всего поступать
следующим образом: вновь посаженную культуру держат 24 часа в термостате
при 39°, а затем сохраняют при комнатной температуре в темноте. Через
2—3 недели культуру пересаживают, снова помещают на 24 часа в термостат
и т. д. Время от времени нужно проводить несколько пассажей при
температуре тела.
164. Культуры тканей холоднокровных животных содержат при
комнатной температуре. Хлопин (1925) рекомендует для аксолотля 22—24°,
Фишер (1942)—12°. При этой температуре эксплантаты низших позвоночных
животных остаются живыми без смены среды 2—3 недели и дольше (по Хло-
шгау при 12—14° до 4 месяцев). ,

i
765. Пересадка культур на покровных стеклах.
а. Снимают парафиновую кайму, берут ланцетом для прививок покровное
стекло и кладут культурой вверх на стерильную черную подкладку,
б. Кусочек ткани изнутри новой зоны роста культуры вырезают острцм
ножом четырьмя разрезами, перекрещивающимися под прямыми углами.
Отграничивающие разрезы следует проводить так, чтобы они включили
возможно большую площадь новой Ьоны роста, но не захватывали при этом
плохо или совсем не проросшую плазму. Во многих случаях требуется
разделение культуры; тогда сперва проводят разделяющий разрез, а затем
отграничивающие разрезы.
е. Кусочки переносят на лезвии в стерильный локковский раствор на
45—60 сек.
г. Дальнейший процесс выполняется, как в 162, б—г.
166. Наиболее благоприятной питательной средой служит плазма крови
того же животного или же животного того же вида (аутогенная или
гомогенная плазма), особенно после прибавления эмбрионального экстракта.
Оказалось, однако, что культивирование удается и в гетерогенной кровяной
плазме. Так, например, в разбавленной плазме крови кроликов удается
культивировать, хотя и при несколько сниженном темпе роста, кусочки
органов позвоночных всех классов (Хлопин, 1925). Для тканей низших
позвоночных гипертония плазмы устраняется путем разбавления равным
объемом. стерильной дестиллированной воды. Эмбриональный экстракт
не обладает видовой специфичностью.
167. На не]эазведенной плазме культуры окрашиваются плохо. Поэтому
если в дальнейшем предполагается фиксация и окраска культуры, то
питательную среду следует разбавить раствором Тироде так, чтобы она
содержала 10, самое большее 20% плазмы (К. Бауэр, 1932).
168. Для приготовления эмбрионального экстракта берут стерильно
куриные эмбрионы 8—10 дней насиживания и раздавливают в ступке или,
лучше, в простом аппарате, дредложенном А. Фишером (1925). Кашицу ср^зу
же центрифугируют в течение 15 мин. в узких пробирочках; полученный
прозрачный экстракт разливают пипеткой в стерильные пробирочки и
сохраняют в леднике. Он остается годным к употреблению около 8 дней.
169. Для кратковременных исследований на тканевых культурах
пригоден упрощенный способ, предложенный К. Бауэром (1936); он не требует
особой аппаратуры, а поэтому легко осуществим и для начинающих. Кубочек
ткани помещается на покровное стекло в каплю среды, состоящую из равных
чдстей гемостикса (см. ниже), эмбрионального экстракта и раствора Тироде.
Покровное стекдо накладывается на металлическое кольцо (по В. Льюису),
которое в свою очередь кладется на предметное стекло. Культуры мо^ут
оставаться без пересадки живыми до 4 дней.
Металлическое кольцо имеет высоту 3—4 мм и просвет 20 мм\ сверху и
снизу оно хорошо отшлифовано. Покровное и предметное стекла и металлйче-v
ское кольцо можно стерилизовать над пламенем. Промежутки между
отдельными частями замазывают стерильным вазелином.
Гемостикс представляет собой стерильную лошадиную сыворотку. При?
готовление эмбрионального: экстракта см. 168.
170. Неоднократно делались попытки использовать искусственные
питательные среды; однако, по крайней мере до сих пор, ониг давали менее удовле-.
творительные результаты, чем плазма крови или лимфа. В частности, был
ограничен срок жизни4культур, росших на искусственной питательной среде.
Но для цитологических исследований они при известных условиях бывают
выгодны благодаря простоте приготовления, прозрачности и отс^гтсйрвию
фибринойого сгустка- Каррель -рекомендует, между прочим, следующую
среду: NaCl 0,9 а, СаС12 0,024 г, KCl 0,042 г, глюкозы 0,1 а; аМраФг* дестил-

Живой препарат
45
лированной воды 100,0 см3. В.иМ. Льюисы используют в качестве культураль-
ной среды раствор Локка (см. 122), прибавляя на 100 см3 раствора 15 см3
куриного бульона и 0,5 г глюкозы. При закладке культур в несвертывающей-
ся среде каплю жидкости следует размазать тонким слоем в середине
покровного стекла стеклянной иглой. Данные об искусственных культуральных
средах, содержащих витамины и гормоны, см. Беккер (1936), а также Беккер
и Каррель (1939).
171. Чтобы сделать возможной смену питательной жидкости и т. д. без
переноса эксплантата, были сконструированы особые аппараты (Берроуз,
1912; Ромейс, 1912). Однако они уступают новым чашкам для культур ткани
Карреля. В них тканевые культуры могут жить годами без смены чашки. Для
Прижизненных наблюдений и одиночных культур используется главным
образом тип чашки D3,5. В чашках типа Н8 можно сразу эксплантировать
70—100 фрагментов ткани. Культура, лежащая на дне чашки, покрывается
слоем жидкой среды, которая воспринимает продукты обмена; она сменяется
через более длительные промежутки времени.
172. Культуры в каррелевских чашках имеют особенно большое
преимущество при изучении возникновения в тканевых культурах продуктов диф-
ференцировки (например, развитие соединительнотканных волокон, нервных
волокон и т. п.). Это - преимущество связано с тем, что при данном методе
избегают происходящего при пересадках повреждения растущей ткани.
Чтобы культуры можно было фиксировать и окрашивать, не разбивая
чашку, на дно чашки D3,5 помещают узкую слюдяную пластинку шириной
.4 мм и затем сажают на нее культуру. К концу опыта пластинку можно
легко извлечь из чашки и целиком, вместе с культурой, перенести в
фиксирующую жидкость.
173. О проточном флаконе Линдберга см. Е. Бауэр (1939). О технике
эксплантации органов см. Каррель и Линдберг (1938).
174. При прижизненной окраске тканевых культур Джузеппе Леви
(1928) различает красители, повреждающие клетки в короткий срок
(например, янус зеленый, янус черный, нейтральный красный), и красители
безвредные (например, пирроловый синий, трип а но вый синий, трипановый красный,
литиевый кармин). При окраске первыми вначале дают культуре развиваться
обычным путем. Лишь на 2-й или 3-й день покровное стекло снимают с
предметного и несколько минут окрашивают янусом черным (1 : 20 000 в растворе
Локка). Затем покровное стекло обмывают чистым теплым раствором Локка,
снова накладывают и изучают препарат. Так же поступают с нейтральным
красным и т. п. (М. и В. Льюисы, 1912, 1915).
Красители второй группы Леви прибавляет к плазме, служащей для
культивирования (например, 2—3 капли концентрированного раствора трипа-
нового синего на 2—3 см3 плазмы). Растущие клетки воспринимают тогда
краситель из плазмы.
175. Чтобы наблюдать культуры ткани под микроскопом при
повышенной температуре, не охлаждая их, были сконструированы различные
приспособления. Некоторые их них основаны на том, что весь микроскоп ставится
в нагревающийся ящик с прорезями для рук; с помощью терморегулятора
в ящике поддерживается постоянная температура. Подобные камеры
выпускают Цейсе, Лаутеншлегер, Лейтц и другие. В иных конструкциях
подогревание препарата осуществляется на предметном столике, согреваемом
теплой водой или электричеством.
Электрический согревательный столик с автоматической регуляцией
выпускается Лейтцем (Ветцлар); описание см. В. И. Шмидт (1924). Кроме
того, можно" рекомендовать ставящуюся на предметный столик нагревающуюся
влажную камеру, сконструированную Петерфи ^1927). 0> простом
самодельном нагревательном ящике для микроскопа см, Лаухе (1923)/

46
Глава III,
176. В принципе для фиксации культур можно применять все обычно
употребляющиеся жидкости; однако спиртовые смеси в общем менее
пригодны, так как они обычно вызывают сильное свертывание плазмы (см. также 167).
Проще всего дать покровным стеклам плавать культурой книзу на
поверхности фиксирующей жидкости. Хорошие результаты, особенно для
обзорных картин, дают фиксации по Буэну (см. 305), Гелли (см. 337) или Гей-
денгайну (см. 344, «суза»). Продолжительность 10—15 мин. При многочасовом
действии в случае фиксации по Гелли плохо окрашиваются ядра. К. Бауэр*,
советует фиксировать так называемым зеленым раствором Гельда (см. 240) г
в котором плазма остается светлой и прозрачной. Продолжительность
фиксации 1—24 часа (см. 184). Форма клеток очень хорошо фиксируется Tipa
кратковременном действии парами тетроксида осмия (1—2 мин.; см. 285).
177. Для цитологических исследований особенно рекомендуется
фиксация в смеси Максимова: основного раствора Ценкера 10 см3, формалина 1 см3г
2-процентной осмиевой кислоты 1 см3 (можно и без прибавления осмия);
по Леви, эта смесь фиксирует клетки тканевых культур в состоянии, наиболее
сходном с прижизненным; 3—4 см3 смеси достаточно для пяти культур.
Методика, а) Промывка; цокровному стеклу дают плавать
(культурой книзу) на поверхности теплого раствора Локка, 1—2 мин.; б) фиксация
в жидкости Максимова, 3—6 мин.; при этом стекло плавает в закрытом ста,-
канчйке; в) 5-процентный раствор бихромата калия, 10 мин.; г) промывка
в проточной воде, 15—20 мин.; д) раствор Люголя до удаления осадка
сулемы; е) О',5-процентный раствор гипосульфита, 1 мин.; ж) промывка
в проточной воде, 5 мин.; з) 1-процентный раствор перманганата калия>
1 мин.;и) ополаскивание дестиллированной водой; к) 4-процентная щавелевая
кислота, 1 мин.; л) промывка в проточной воде, 10 мин. Окраску см. 183.
178. По В. и М. Льюисам культуры, прижизненно окрашенные янусом
черными т. п. (см. 174)\ можно фиксировать парами иода. Для этого
стаканчик с кристаллом иода на дне нагревают на микрогорелке до появления паров
иода и покрывают его на несколько секунд покровным стеклом с культурой.
Как только ткань станет желтовато-коричневой, обработку следует
прекратить; в противном случае окраска выцветает. Без промывки заключают в сироп
гуммиарабика. Фиксация и окраска ткани хррошая, но бледнеет уже через
24 часа.
179. Тонкие культуры на плазме или обзорные препараты можно
окрашивать и заключать тотально; при этом толстые центральные кусочки лучше
всего удалить.. Более же толстые культуры на плазме обычно заливают и
делают из них серийные срезы. В этом случае зафиксированную культуру
оставляют на покровном стекле до 96-градусного спирта и лишь после этого
отделяют от поверхности стекла острым лезвием для бритья. Затем
абсолютный спирт и заливка в целлоидин (см. 450) или в метилбензоат—целлоидин-
парафин по Петерфи (см. 392).
180. Для окраски срезов можно применять большинство обычно
.используемых методов. Для тотальных же препаратов следует избирать методы, йри
которых плазма окрашивается по возможности слабо, например окраска
гемалауном, сильно разведенным гематоксилином Делафильда или метиле-
новым синим по Леффлёру (см. также 182).
181. А. Фишер (1927) рекомендует, между прочим, следующий метод:
а) фиксация в 2-процентном формалине на растворе Рингера, 1 час; б)
обычная вода, 3 часа; в) дестиллированная вода, 5 мин.; г) покровное стекло
поливают леффлеровским щелочным раствором метиленового синего (см. 182)
и подогревают над слабым пламенем до появления паров; затем дают остыть
и через 15 мин. краску сливают; д) промывают водой с помощью пастеровркой
пипетки; е) 50-, 70-, 96-градусные спирты, по 1 мин.; ж) смеси ацетона с
ксилолом (б-, 30-, 70-процентный ксилол), по 2 мин.; з) чистый ксилол; бальзам.

Живой препарат
47
Преимущество этой окраски состоит в том, что при дифференцировке
сгусток плазмы обесцвечивается быстрее ядер.
182. Для приготовления леффлеровского раствора метиленового синего
к 30 см3 насыщенного спиртового раствора метиленового синего прибавляют
100 см3 0,01-процентного раствора едкого калия. Раствор должен 1 месяц
созревать в термостате (37°, образование метилен-азура).
Для приготовления раствора метиленового синего берут 0,2 в красителя
на 100 см3 96-градусного спирта.
183. Культуры, зафиксированные в смеси Максимова (см. 177), можно
окрашивать железным гематоксилином Гейденгайна (см. 672) тотально
так же хорошо, как и на срезах (протрава в железных квасцах, 6 час;
окраска в гематоксилине, 3—4 часа; затем дифференцировка ,в железных
квасцах; при этом плазма сильно обесцвечивается).
184. К. Бауэр (1932) протравляет культуры, зафиксированные по 240,
2А часа в хлористом железе и окрашивает в разбавленном молибденовом
гематоксилине Гельда (1 : 20; см. 1875); затем дифференцирует в растворе желе-
зистосинеродистого калия с бурой (см. 1822, ж) или в 1-процентном растворе
хлористого железа. *
185. Для выявления решетчатых волокон Мак-Кинней (1929) импрег-
нирует (после фиксации в жидкости Ценкера с формалином) культуры на
покровных стеклах по методу Бильшовского в модификации Фута и Менара.
При этом культурам дают плавать на поверхности растворов, верхнюю же
сторону покровного стекла немного смазывают вазелином.
Методика, а) 0,25-процентный раствор марганцовокислого калия,
5 мин.; б) промывка в дестиллированной воде; в) 5-процентный раствор
щавелевой кислоты, 10 мин.; г) промывка в дестиллированной воде; д) диамино-
карбонатный раствор серебра (приготовление см. 1536), 20 мин. при 50°;
е) промывка в дестиллированной воде и восстановление в 20-процентном
нейтральном формалине, 2 мин.; хорошая промывка в обычной воде; ж) 0,2-
процентный раствор хлорного золота, 2 мин.; з) промывка; фиксация в
5-процентном растворе.гипосульфита, 2 мин.; и) хорошая промывка в
дестиллированной воде; удаление вазелина; спиртовый ряд; ксилол; бальзам.
Для одновременного выявления на срезах культур решетчатых и
коллагеновых волокон срезы сперва окрашивают по Футу, а вслед за этим
азаном (см. 1489).
186. Для элективного выявления нейрофибрилл в тканевых культурах
Эсаки (1929) рекомендует следующую методику: а) фиксировать в смеси
95-градусного спирта (230 см3), хлоралгидрата (10 г), дестиллированной воды
(70 см3); на 100 см3 этой жидкости непосредственно перед употреблением
прибавить 2—3 капли 2-процентного раствора.азотнокислого серебра. Культуру
предварительно сполоснуть в растворе, лишенном серебра, а затем пустить
ее плавать 1—2 часа на поверхности раствора серебра; б) не споласкивая,,
прямо перенести в абсолютный спирт, ца 100 еле3 которого прибавить 2—
4 капли нашатырного спирта, 18—36 час.; в) 75-градусный спирт, 3—5 мин.
(не дольше); затем в течение нескольких минут лромывать в
дестиллированной воде; г) импрегнировать в 2-процентшж растворе азотнокислого-
серебра, 12—28 дней при 39° (менее длительно фиксированный материал
требует менее продолжительной импрегнации и наоборот); д) промыть
в дестиллированной воде (лишь несколько секунд) и восстановить в растворе:
пирогалловой кислоты 1 г, дестиллированной воды 90 см3, формалина
10 см3; е) держа культуру под водой удалить мягкой кисточкой приставшие
к поверхности осадки и промывать полчаса в проточной воде. Затем провести
через 75-, 95- и "100-градусные спирты> ксилол и заключить в канадский
бальзам. Результат: нейрофибриллы интенсивно черные; хроматин в
ядрышки коричневые; цитоплазма неокрашенная или светложелтоватая»

Глава IV
ФИКСАЦИЯ ГИСТОЛОГИЧЕСКИХ ПРЕПАРАТОВ
ОБЩИЕ ЗАМЕЧАНИЯ О ФИКСАЦИИ
187. Живые ткани, изолированные из организма, очень скоро
претерпевают сильные изменения. Ввиду этого главная задача микротехники
заключается в задержке этих посмертных процессов и сохранении картины
тканевой структуры, возможно более точно соответствующей исходному состоянию,
т. е. ее фиксация. В большинстве'случаев при этом используют определенные
растворы, называемые фиксирующими жидкостями (фиксаторами).
Начинающим рекомендуется положить кусочки органов, с длиной сторон около 5 мм
или меньше (по возможности только что взятые), в формалин (см. 264), спирт—
формалин (см. 228) или в раствор Буэна (см. 305) на подкладку из ваты или
фильтровальной бумаги. Через 24 часа их нужно подвергнуть дальнейшей
обработке, указанной в соответствующих параграфах.
188. Фиксация вызывает также уплотнение тканей, что особенно важно
в случаях, когда незалитый материал должен нарезаться бритвой. Фиксация,
однако, не идентична уплотнению. Это следует из того, что имеются жидкости,
которые фиксируют ткань, не уплотняя ее при этом (см., например, 349).
189. Процесс фиксации, кажущийся столь простым, в действительности
весьма сложен и сущность его до настоящего времени разъяснена далеко не
полно. Отдельные факторы, имеющие отношение к процессу фиксации,-будут
в дальнейшем обсуждены подробнее.
Обобщенное изложение физико-химических основ этого процесса можно
найти у Цейгера (1938). Как важные методически можно отметить работы
Вернера (1934—1937) и Секи (1937).
Вернер в качестве тест-объекта использовал для своих гистотехнических
исследований внутреннее ухо морских свинок; этот орган особенно пригоден
для подобных исследований благодаря своему сложному строению.
190. При рассматривании фиксированного препарата нужно постоянно
учитывать, что около 80% живого вещества состоит из воды, 12%—из белков
и 7%—из жиров и жироподобных веществ и что большая часть этих сухих
веществ при жизни находится в растворенном состоянии. Следовательно,
процесс фиксации даже при наилучшей технике поневоле связан с более или
менее глубокими изменениями. Конечно, при этом не все структурные
элементы организма изменяются в одинаковой степени. В этом смысле можно
вместе с Цейгером (1938) различать в отношении фиксации структуры
стабильные is лабильные.
Рассмотрим подробнее это различие на примере печени. При
подходящей фиксации в ней, как и в других органах, многие структурные элементы
обнаруживаются на картине среза в состоянии, соответствующем
прижизненному: расположение железистых клеток, поведение коллагеновой и
ретикулярной тканей, характер строения и расположение кровеносных сосудов,
ход желчных протоков и желчных капилляров, распределение нервныхволокон,
расположение купферовских звездчатых клеток; даже распределение
пигмента и каплевидного жира сохраняется, как в живом состоянии. Затруднения

Фиксация гистологических препаратов
4ft
возникают лишь в отношении тонких цитологических структур. Но и здесь
ряд форменных элементов оказывается в благоприятных условиях: так,
митохондрии при применении соответствующей методики могут, несомненно >
фиксироваться в форме, которая соответствует прижизненной; однако именно
на них можно показать, насколько сильно влияют на их вид и сохранность
неподходящие фиксирующие растворы. Зато другие составные части клетки,
находящиеся в состоянии золя, сильно изменяются при фиксации. Так,
например, гликоген—вещество, прижизненно диффузно растворенное в клетках
печени, при действии фиксирующих жидкостей переводится в зернистую или
нитчатую форму. Однако несмотря на эти изменения формы, мы можем на
основании фиксированных препаратов делать ценные заключения о
содержании гликогена, которые нельзя получить иным путем. То же самое касается
структуры цитоплазмы, ядер и т. д.
В отношении всех фиксационно лабильных структур, которые
прижизненно состоят из обратимых гелей, золей или их промежуточных ступеней, нужг
но учитывать, что ни одна из известных до сих пор жидкостей не может
сохранить их в том состоянии, в котором они находятся при жизни. Поэтому
картину фиксации необходимо всегда контролировать путем паралдельно
идущих исследований на свежем и живом препарате.
191. Многие структуры возникают в результате фиксации прижизненно,
суправитально или постмортально на таких местах, которые в живом
состоянии кажутся микроскопически гомогенными. Это могут быть
замаскированные структуры, образования, предсуществующие при жизни и обладающие
примерно такой же формой и величиной, как выявляющиеся на
фиксированной картине, но не видимые в обычном свете благодаря незначительному
отличию их коэффициентов преломления. Часто достаточно минимальной
дегидратации (отбухания), чтобы сделать видимыми замаскированные структуры.
Соответствующими способами удается зафиксировать близкую к истинной
форму этих образований.
От таких структур идет постепенный переход к картинам фиксации
латентных структур. В том виде, в каком эти структуры появляются на
препарате, они строго предопределены специфической ультраструктурой
живого состояния, но еще не окончательно предобразованы. Как обратимые
структуры они могут и в течение нормальной жизни временами появляться из
субмикроскопических негомогенностей или же могут быть получены
экспериментально. Таким образом, они являются продуктом микротехники, но не
искусственным образованием или артефактом.
Наконец, некоторые микроструктуры в результате фиксации возникают
как новообразования. Хотя их вид также зависит от состояния и
ультраструктуры соответствующего субстрата, он тем не менее не столь строго предопрег
делен, и поэтому различное осаждающее действие тех или иных фиксирующих
средств- может вызвать появление в одних и тех же местах различных
структур. Они являются артефактами в полном смысле слова. Часто они
соединяются со структурами вышеупомянутых категорий в комплексные
образования (Цейгер, 1938). *
192. Не существует такой фиксирующей жидкости, которая сохраняла бы
одинаково хорошо все составные части клеток и тканей. Поэтому при
обстоятельных исследованиях всегда необходимо работать со многими жидкостями.
Если данная жидкость хорошо фиксирует один вид органов, то это еще не
означает, что она и на других даст такой же результат. Фиксация отдельных
клеток может быть различной в зависимости от их физиологического
состояния даже в пределах одной и той же ткани данного животного (см. также
Апатп, 1910). Каждая жидкость в свою очередь дает разные резудьтаты.
Желание создать4 стандартную фиксирующую жидкость не может быть
выполнено уже в силу многообразия предъявляемых к ней требований..
4 Б. Ромейс

60
Глава IV
193. Диффузионная способность. Большое значение имеет
диффузионная способность фиксирующей жидкости, которая, однако, зависит не только
от компонентов жидкости, но и от структурных и функциональных
особенностей фиксируемых органов. Соединительнотканные оболочки часто
оказывают значительное сопротивление проникновению фиксирующей жидкости.
Поэтому если орган покрыт плотной соединительнотканной капсулой* то
фиксирующая жидкость обычно скорее проникает в ткани через поверхность
разреза, чем через поверхность органа. Диффузионный ток проникающих
фиксирующих жидкостей может быть часто причиной значительных
перемещений структурных частей (например, ядер) и осадков (например, гликогена).
При медленной диффузии фиксирующей жидкости кусочки органов
должны иметь незначительную толщину, ибо иначе она проникнет к клеточным
элементам, расположенным внутри, лишь с опозданием и они успеют до этого
измениться. Если толщина кусочка, например пленки, мала, то длина и
ширина ее несущественны. Поэтому величина кусочка органа может быть любой,
если наименьшая сторона его не превышает определенной максимальной
величины, указанной в дальнейшем при разборе отдельных фиксирующих смесей.
Так как давление повреждает клеточную структуру, то при работе с очень
мягкими с трудом разрезаемыми органами часто бывает необходимо сначала
помещать в фиксирующую жидкость более крупные. куски и лишь через
1/2—1 час, когда поверхность уплотнится, нарезать его на маленькие пластинки.
194. Фиксирующая жидкость должна проникать в препарат по
возможности со всех сторон. Поэтому дно сосуда до помещения в него органа
покрывают стеклянной ватой, фильтровальной бумагой или ватой. Орган можно
также подвешивать на нитке или же помещать в фарфоровый фильтр в
верхней зоне жидкости. Очень мелкие фрагменты помещают на кусочек бумаги
и оставляют плавать на поверхности жидкости препаратом вниз. Во время
фиксации целесообразно время от времени помешивать жидкость.
195. Вольф (1939) предложил применять для ускорения пропитывания
объекта при фиксации и при последующей обработке вращающийся с
помощью электромотора барабан.
196. Диффузионная способность веществ, наиболее часто
употребляющихся прификсациях, весьма различна. Хлористая платина, осмиевая кислота,
пикриновая кислота диффундируют лишь очень медленно, тогда как три-
хлоруксусная кислота, формалин, уксусная кислота и т. п., напротив,
относительно быстро. Так, 1-процентная осмиевая кислота действует на кусочках
печени в течение 4 час. на глубину лишь 0,5—1 мм, концентрированный же
формалин—на 4—5 мм (Теллезницкий, 1926). При использовании
фиксирующих смесей установлено, что более быстро диффундирующие
компоненты опережают другие, так что в отдельных зонах препарата уже в силу
этого можно получить совершенно различные картины фиксации. Так,
например, на препаратах, фиксированных хром—осмиево—уксусной кислотой,
в середине наблюдается, главным образом, действие уксусвой кислоты и
лишь в краевых зонах—действие осмиевой кислоты. Разница между
отдельными* зонами фиксации обнаруживается прежде всего на тонких клеточных
структурах.
Делались попытки различным образом ускорить проникновение в ткани
фиксирующих жидкостей путем прибавления быстро диффундирующих
веществ. Последнее время особенно рекомендуют прибавление мочевины
(например, Хенс, 1917) как добавку к жидкости Флемминга (см. 942).
Сравнительные скорости диффузии различных фиксирующих жидкостей
имеются в таблицах у Теллезницкого (1926).
197. Секи (1937) исследовал скорости диффузии некоторых неводных
жидкостей; Он нашел следующий ряд (начиная с более быстро
диффундирующих): метиловргй спирт> этиловый спирт—ледяная уксусная кислота—хло-

Фиксация гистологических препаратов
51
роформ> этиловый спирт, ацетон>диоксан>пропиловый спирт. Скорость
диффузии зависит от вязкости, диэлектрической постоянной, дипольного
момента и, возможно, также от концентрации водородных ионов.
198. При фиксации важную роль играет осаждение белков, которое
протекает весьма различно в зависимости от характера и состава фиксатора.
А. Фишер (1899) первый систематически изучил in vitro на различных
белковых телах «осаждающую силу» многих фиксаторов. При этом, правда, надо
иметь в виду, что результаты модельных опытов на белках нельзя
непосредственно переносить на живые или мертвые ткани органов, ибо коллоидно-
химическое поведение белков в организме в большой степени зависит от их
ассоциации с другими веществами, такими, как липоиды, углеводы и
электролиты (Гросс й Лохаус, 1932, и другие).
199. В последнее время ряд работ дал ценные разъяснения по действию
фиксирующих жидкостей (особенно на структуры ядра) см. Штруггер
(1940), Шёнфельд (1935), Пишингер (1937); подробный обзор у Цейгера
(1938). Пишингер (1937), проводивший, помимо исследований на клеточных
ядрах, модельные опыты на нуклеиновой кислоте и гистоне, различает
четыре группы фиксаторов. Прижизненное состояние лучше всего сохраняет
осмиевая кислота. Все смеси, содержащие уксусную кислоту, вызывают
появление типичного остова и оболочки ядра. При этом нуклеиновая кислота
освобождается, дегидратизируется и при одновременном сжатии выпадает
в виде остова. Напротив, компоненты, богатые гистоном, растворяются.
Таким образом, фиксирующая жидкость может наряду с осаждением
оказывать также и растворяющее действие. Разнообразные компоненты тканей—
белки, жиры, липоиды, углеводы, соли—подвергаются растворению в
различной степени. Это же относится и к жидкостям, используемым при
последующей обработке.
200. Благодаря осаждающему действию спирта на фиксацию часто еще
дополнительно влияет последующая обработка. Уже Алати указал, что
никакая фиксация не закончена, пока объект не обработан 96-градусным
спиртом. Однако и в следующих за ним жидкостях могут еще наступать
изменения.
А. Фишер (1927, 1933) нашел, что белки, не выпавшие при действии
фиксаторов со' слабой осаждающей силой, свертываются при последующей
обработке спиртом. Некоторые фиксаторы, например осмиевая кислота и
формалин, которые сами по себе оказывают незначительное осаждающее
действие, обладают ценным свойством так изменять вещество клеток, что при
последующей обработке спиртом возникновения микроскопически видимых
коагулятов не происходит (Мёнкеберг и Бете, 1899; О. Шультце, 1910Ь).
201. Процесс фиксации обычно связан также и с изменением объема,
что можно заметить как на отдельных структурных элементах, так и по
общей величине и виду препарата. Чаще всего имеет место сжатие, в других
случаях—набухание. Степень изменений различна и зависит как от органа,
так и от его физико-химического состояния и от фиксирующей жидкости.
Как показал Вернер, на внутреннем ухе, даже в пределах одного и того же
органа, клетки могут вести себя различно; в то время как одни сжимаются,
другие набухают. Сжатие может еще значительно усилиться при следующей:
за фиксацией дополнительной обработке, так что после заливки препарата
в парафин оно может достигать в конечном счете 20—40% исходной величины..
Как установлено Петтеном и Филпоттом (1921) на эмбрионах свиньи,
сжатие минимально (с учетом последующей обработки, включающей
заливку в парафин) при употреблении уксуснокислого спирт—формалина1*
1 Формалин 10 см*, 95-градусный спирт 45 см9, ледяная уксусная кислота 2см*,
дестнллированная вода 43 см9 (к сожалению, эта жидкость фиксирует не особёнйо хоройю).:
— ✓
4*

52
Глава IV
(11%), жидкости Буэна (18,5%) и жидкости Теллезницкого (19%). При
фиксации разбавленным формалином вначале происходит 5-процентное
набухание, а в процессе дальнейшей обработки наступает сжатие на 20,5—25,5%.
Точные измерения можно найти у Кайзерлинга и Гермера (1893),
Теллезницкого (1898, 1902, 1926), Берга (1903, 1907, 1908), Паттена и Филпотта
(1921), Шиллера (1930), Г. Гертвига (1931), Вернера (1934—1937).
202. Изотония и концентрация фиксирующей жидкости. Изложенные
выше факты, говорящие о сжатии, наступающем при дополнительной
обработке, заставляют признать, с практической точки зрения, напрасной попытку
Сьёбринга (1900), Г. Штёльтцнера (1906), Гебера (1914) и других авторов
избежать сжатия тканей путем приведения фиксирующей жидкости к
изотонии. Последнее средство применимо разве дишь в тех случаях, когда после
фиксации опускаются обработка спиртом и заливка, когда исследуются
замороженные среды и т. п. Берг (1903, 1907, 1908), Блюм (1896), Теллезниц-
кий (1926), Карлетон (1922, 1926),.Гирш (1939), Якобе (1926) и другие считают
употребление изотонических фиксирующих жидкостей нецелесообразным.
Кроме того, нужно принять во внимание, что мертвые ткани обнаруживают
совершенно иные осмотические отношения, чем живые (Шиллер, 1930).
В опытах Вернера изотонические растворы не обладали достаточной
фиксирующей силой. Для получения удовлетворительных результатов
требовалась концентрация фиксатора, превышающая концентрацию крови
в 2—3 ре\за при промывании и в 3—4 раза при простом погружении в
фиксатор.
Во избежание вредного действия фиксатора не следует применять и
большие концентрации, такие, например, как в жидкости Кольмера (см. 241).
Желательный оптимум концентрации меняется в зависимости от вида клеток
и тканей и от условий диффузии, не совпадает с концентрацией соков тела
и должен пока еще подыскиваться эмпирически.
203. Концентрация Н-ионов фиксирующей жидкости. По Цйрклю
(1928—1935), между результатом фиксации и активной кислотностью
фиксирующей жидкости наблюдается тесная зависимость. Автор различает
«кислые» и «щелочные» картины фиксации. В первом случае хорошо
сохраняются хроматиновая сеть, ядрышки, хромосомы и нити веретена,
митохондрии же и цитоцлазма плохо; во втором случае наблюдается обратное.
Переход от одной картины к другой происходит при определенном pH, различном
у разных жидкостей. Оптимальную концентрацию Н-ионов нужно находить
каждый раз опытным путем. Циркль дает (для растительных тканей)
подобные оптимальные смеси (двухромовокислая медь pH 4,6, двухромовокислый
церий pH 4,8), которые хорошо сохраняют ядрышки, ядерный сок,
хромосомы, нити веретена и цитоплазму с митохондриями. Нужно учитывать, что
в течение фиксации pH жидкости может значительно изменяться как из-за
химических превращений ее компонентов, так и под влиянием препарата.
По Вернеру (1936), нужно оставить попытки (например, Гросса и Лохауса,
1932) составлять фиксирующую жидкость с буферными растворами при
нормальном для соков тела значении (pH сыворотки крови 7,2) как
базирующиеся на ложной предпосылке; оптимальные результаты можно скорее всего
получить в кислой среде (около pH 4).
204. Температурный фактор. Вопрос о том, при какойv температуре
лучше всего производить фиксацию, находит в литературе различные ответы.
То, что этот фактор для тонких исследований небезразличен, показывают
более новые исследования Вернера (1934) на внутреннем ухе. Фиксация на
холоду (1—10°) приводила к сжатию эпителия, клеточных ядер и кортиевой
перепонки, а также к повреждению отолитов вплоть до полного, их
исчезновения. В ртлцчие от этого цри температуре около 37? эпителий быд
значительно вщпе, отолиты полностью сохранялись. Поэтому Вернер ^считад

Фиксация гистологических препаратов
53
безупречной лишь фиксацию (производимую путем промывания) при
температуре тела.
Другие авторы также предлагают для ускорения диффузии производить
фиксацию, особенно в первые полчаса, в термостате при 37—40°. Теллез-
ницкий, напротив, указывает, что фиксирующие жидкости проникают при 35°
не намного скорее, чем при 20°. Мацерация внутренних частей фиксируемого
органа, до которых фиксатор и при повышенной температуре достигает лишь
через некоторое время, протекает при 35° скорее, чем при комнатной
температуре. Таким образом, фиксация при температуре тела обычно не дает
никаких преимуществ, и результат ее может оказаться даже худшим. При
фиксации промыванием возражения Теллезницкого, конечно, отпадают.
205. В особых случаях может оказаться успешной фиксация в кипящей
жидкости. Такой способ нередко рекомендуется особенно для тканей
беспозвоночных. Объект бросают в нагретую до кипения жидкость и вскоре после
этого быстро охлаждают, добавляя приготовленный заранее холодный
раствор (Шуберг, 1910).
206. В противоположность изложенному выше, укажем на фиксацию
при низких температурах (0—6°) в холодильнике, которую рекомендовал,
в частности, Поликар (1913). Поликар нашел, что при этом структуры даже
крупных кусочков органов сохраняются значительно лучше, чем при
фиксации в теплых жидкостях, что связано в основном с остановкой автолиТи-
ческих процессов. По сравнению с этим уменьшение скорости диффузии,
вызываемое охлаждением, практически может не приниматься во внимание.
Американские авторы также предлагали фиксацию в холодильнике
(например, Хенс, 1917).
207. Фиксацию производят по возможности прижизненно, в свежем
состоянии, так как после смерти органы изменяются очень быстро. Так,
Поликар и Гарнье наблюдали в почке относительно большие изменения уже
через 15 мин. после смерти (см. также 208). Быстрая изменяемость
внутренних органов общеизвестна. Об изменении гниющих органов см. Фальк (1867).
208. Если по каким-либо причинам фиксация не может быть
произведена сразу после смерти, то материал сохраняют при пониженной
температуре (лучше всего в холодильнике). При температурах около 0° быстро
взятые части органов и клетки могут быть сохранены длительное время в
латентном живом состоянии (Венчер, 1898, 1903; О. Гёртвиг и Поль, 1907;
Жолли, 1910, 1912).
Систематические исследования Вернера (1934) по посмертным
изменениям показали, что хотя при 1—10° автолитические процессы значительно
замедлены, все же охлаждение не является безразличным. Вначале оно
влияет на еще живую клетку как раздражитель, и она реагирует на него
сжатием. Сжатие служит впоследствии основой для всех позднейших
изменений, наступающих после смерти клеток. При этом прижизненные,
посмертные и искусственно вызванные' изменения неразделимо переплетаются друг
с другом.
209. Длительность фиксации изменяется в зависимости от состава
жидкости, свойств объекта и преследуемой цели. Во всяком случае, куски
органа можно извлекать из фиксирующей жидкости не раньше, чем она
полностью пропитает ткани. В сомнительных случаях объект разрезают острой
бритвой и легко устанавливают проникновение жидкости по разнице в
окраске и консистенции. Начинающим очень рекомендуется убедиться
этим путем в зачастую весьма медленном проникновении жидкости.
С другой стороны, действие фиксирующей жидкости обычно не следует
растягивать на неограниченное время, так ка^ препараты во многих
жидкостях со временем становятся хрупкими, плохокрасящимися, мацерировант
ными, сжатыми или набухшими. Высказываемое иногда мнение о том, что

54
Глава IV
препараты лучше всего сохранять в их фиксирующей жидкости, которая,
будто, ,не вызывает никаких дальнейших изменений после уже
происшедшей фиксации, неверно. Только немногие жидкости, например
разведенный формалин (1 : 9) или жидкость Буэна, годны и для длительного хранения
препаратов.
210. Из систематических измерений Вернера (1936) следует, что
отдельные компоненты органа при многонедельном пребывании в фиксирующей
жидкости продолжают претерпевать изменения размеров (исследовано
до 31-го дня). Ввиду этого при сравнительных измерениях нужно
придерживаться постоянной продолжительности фиксации.
211, Объем фиксирующей жидкости должен по крайней мере в 50—100 раз
превышать величину фиксированного кусочка, иначе на качестве
фиксации может вредно сказаться разбавляющее действие содержащейся в тканях
воды (исключение: осмиевая кислота, см. 284).
, 212, Фиксация путем промывания. Наряду с фиксацией путем
помещения в жидкость давно употребляется фиксация посредством промывания
через сосуды (Манн, 1894; Кольмер, 1912; Вернер, 1934—1937, и другие).
Этот способ дает отличные результаты, но, естественно, во многих случаях
не может быть применен. Принцип метода основан на том, что фиксирующая
жидкость пропускается по сосудам фиксируемого животного или органа.
Животное умерщвляют лучше всего, во избежание сжатия сосудов,
светильным газом или путем инъекции 10-процентного раствора хлоралгидрата.
После этого сосуды сперва освобождают от крови промыванием
индифферентным солевым раствором (Рингер, нормосаль и т. п.), подогретым до
температуры тела. Это нужно делать с помощью минимального количества жидкости
(важно: для кролика или кошки достаточно, например, около 100 см3). Часто
делают ошибку: вследствие длительного промывания повреждают стенки
сосудов и этим вызывают отеки. Свободно лежащие органы покрывают
влажными компрессами, нагретыми до температуры тела.
При указанном способе умерщвления прибавление нескольких капель
амилнитрата к промывной жидкости обычно излишне. В результате его
прибавления кровеносные сосуды препарата фиксируются в максимально
расширенном состоянии.
По окончании промывания в сосуды сразу же вливают фиксирующую
жидкость, также подогретую до температуры тела. Вначале фиксирующую
жидкость следует вливать под значительным давлением с тем, чтобы вымыть
из сосудов имеющиеся в них остатки крови до того, как они будут
зафиксированы. Для этого следует резервуар с фиксирующей жидкостью на . 30—
40 сек. поднять на высоту 150—180 см. Как при промывании, так и при
фиксации нужно следить за тем, чтобы в сосудистую систему не попали пузырьки
воздуха. Канюля для инъекции должна иметь возможно более широкий
просвет для того, чтобы жидкость вливалась быстро и с силой. При
употреблении жидкостей с сулемой нужно избегать канюль, содержащих металл.
Проведение фиксации. По Кольмеру (1912), к централь-'
ному отрезку яремной вены глубоко занаркотизированного животного
привязывают канюлю и промывают кровеносную систему сперва раствором
Рингера, нагретым до температуры тела. При этом легким массажем
ускоряется циркуляция крови в сосудах у непривязанного животного. Как
только из периферического отрезка яремной вены начнет оттекать светлая-
жидкость и остановится сердце, быстро вскрывают грудную полость,
вставляют в левую полость бердца канюлю и пропускают фиксирующую
жидкость; при этом давление на 30—40 сек. поднимают.до величины,
соответствующей давлению крови животного (не более!). Во избежание сужения
сосудов важно, чтобы фиксирующая жидкость по возможности сразу
заместила в них солевой раствор. Через 10.мин. вскрывают полость тела и

Фиксация гистологических препаратов
55
животное помещают в фиксирующую жидкость. У мелких животных канюлю
вводят непосредственно в левый желудочек, а на правом делают надрез.
Особенно пригодны для этих целей спирт—формалин (см. 228), каформацет
(см. 238), „суза" (см. 344), жидкость Буэна (см. 305). Визер (1912) описывает
аппарат, очень удобный для промывания.
213. Краузе (1921—1923) советует при инъицировании различных
позвоночных поступать следующим образом.
У лягушки инъекцию производят или в брюшную вену (а) или в
артериальный конус (б).
а. Животное наркотизируют, кладут на-спину, укрепляют марлевыми
повязками за конечности и разрезают кожу на брюхе от симфиза до челюсти.
Искомый сосуд просвечивает сквозь проходящую по середине белую линию.
Приблизительно на 1 см правее этой линии продольно рассекают прямую
мышцу живота. Образовавшийся лоскут оттягивают влево двумя
пропущенными шелковыми нитями. Тогда обнаруживается свободно лежащий круц-
ный, но очень тонкостенный сосуд, который можно отпрепаровать кривой
иглой. Делают поперечный надрез сосуда и через образовавшееся отверстие
расщепляют его на небольшое расстояние. Вводимая канюля может быть
довольно толстой.
б. Для освобождения артериального конуса делают такой же разрез
кожи. Крючковатым пинцетом захватывают просвечивающую сквозь
брюшной покров хрящевую часть грудины, сильно оттягивают ее и удаляют,
срезая ножницами. Второй . поперечный разрез рассекает костную часть
грудины. В образовавшемся окне грудной стенки появляется сердце, заклю-
1 ченное в перикардий. После надреза последнего на правой стороне сердца
между желудочком и правым предсердием виден косо восходящий
артериальный конус с отходящим от него нижним артериальным стволом. Вокруг
ствола, у места разделения его на правый и левый артериальные стволы, тупой
препаровальной иглой закладывают нитку и делают свободную петлю.
Затем конус надрезают на правом конце; выделяющуюся кровь тщательно
удаляют тампонами. Канюлю вводят через артериальный конус до непарного
•ствола и завязывают.
У птицы (голубь) после удаления перьев на брюшной стороне разрезают
по средней линии кожу от йончика клюва до клоаки. Она отпрепаровывается
по сторонам, так что гребень грудной кости с отходящими от его боков
крупными, грудными мышцами выступает свободно. Двигая крыльями, легко
находят расположенный поверхностно плечевой сустав и вскрывают его
остроконечным скальпелем. Непосредственно вслед за этим в суставной
впадине разъединяют связь между лопаткой и коракоидом с одной стороны
и ключицей—с другой. Затем проходят вдоль латеральной стороны коракоида,
разделяют здесь мышцы, тянущиеся от груди к верхней конечности, и, достиг^
^ув грудной кости, разрезают места прикрепления ребер. После того как
-это сделано с обеих сторон, становится возможным приподнять грудную
кость и прилегающую к ней грудную мышцу, связанную с коракоидом и
ключицей. Таким путем раскрывают грудную и брюшную полости.
У голубя тотальную инъекцию можно легко провести через сердце.
Для этого используют плотно подогнанную стеклянную канюлю среднего
калибра. Сперва после вскрытия околосердечной сумки накладывают
шелковую нить у основания сердца вокруг корня аорты. Ножницами отрезают
верхушку сердца, вытекшую кровь убирают влажной ватой. Затем вводят
через левый желудочек канюлю, наполненную раствором Рингера,
направляя ее наискось рострально и вправо н корень аорты, и привязывают ее.
Вначале инъицируют некоторое количество раствора Рингера и тщательно
перевязывают сосуды, дающие течь. Так же легко производится инъекция в
голову через сонную артерию. '

56
Глава IV
У кролика делается сначала под наркозом медиальный грудобрюшный
разрез. Кожа груди и живота отпрепаровывается по бокод грудной клетки.
Затем захватывается и обрезается кругом мечевидный отросток. Грудная
кость удаляется с помощью двух разрезов, проведенных ножницами у ее
латеральных краев, которыми отделяются реберные хрящи. Если теперь
оттянуть друг от друга обе половины грудной клетки, то сердце, заключенное
в околосердечную сумку, оказывается лежащим свободно. После рассечения
сумки кривым пинцеюм вокруг ао>]рты, выступающей из основания сердца
непосредственно позади легочной артерии, протаскивается шелковая нить
и завязывается свободной петлей. Затем вскрывается левый желудочек путем
отрезания верхушки сердца; вытекающая кровь хорошо тампонируется,
а в аорту вводится и завязывается канюля, наполненная раствором Рингера
и снабженная трубкой с зажимом.
214. Обработка засохших препаратов. Препараты, засохшие в
результате испарения фиксирующей жидкости и т. д., могут быть ещв до известной
степени спасены. Для этого, по Гелли (1913), нужно поместить их в раствор
20 см3 продажного антиформина (см. 869) и 80 см3 воды до тех пор, пока они
вновь не набухнут.
СОСТАВЛЕНИЕ НАИБОЛЕЕ УПОТРЕБИТЕЛЬНЫХ
ФИКСИРУЮЩИХ ЖИДКОСТЕЙ
215. В этом разделе приводятся наиболее обычные фиксирующие
жидкости, которые могут употребляться более или менее для всех органов.
"Фиксаторы, служащие лишь для совершенно специальных целей, например
для выявления определенных структур нервной системы и т. д.,
рассматриваются в специальной части книги.
Ацетон
216. Применять ацетон для целей,фиксации рекомендуется лишь в
сочетании с другими фиксирующими агентами (сулема, формалин, см. также
2317). Безводный ацетон, употребленный в. чистом виде, вызывает столь
сильное сжатие, что полученные таким путем препараты оказываются
непригодными для тонких исследований. Фиксация чистым ацетоном имеет смысл
лишь для скорых диагнозов, так как протекает она быстро. Для -этого
кусочки органов 1—3 мм толщиной помещают на 1—3 часа в безводный
ацетон, переносят на 30 мин. в ацетонбензол (1 : 1), затем на 30—60 мин.
в бензол и заливают в парафин. Нужно предостеречь отлредлагаемого Генек
и Целлером (1905) непосредственного переноса из ацетона в парафин, так
как последний в ацетоне почти нерастворим.
217. Для очистки ацетона его кипятят, пропускают через обратный
холодильник с марганцевокислым калием до установления постоянной
фиолетовой окраски, а затем перегоняют. Обезвоживание производят прока*
ленным медным купоросом или углекислым калием (прокаленный поташ,
приготовленный путем прокаливания двууглекислого калия). Литературу
по фиксации ацетоном см. у Коопмана (1920). Приготовление ацетоновой
смеси по Сент-Джиордьи см. 2317.
Этиловый спирт
218. Следующие ниже указания проверены на чистом неденатурирован-
ном этиловом спирте1.
Согласно моему опыту, они действительны и для этилового спирта г
денатурированного бензином.
1 В дальнейшем для краткости именуется: «спирт».

Фиксация .гистологических препаратов
57
219. Способ действия. Фиксирующее действие спирта основано, прежде
всего,, на отнятии воды. Спирт как химически неактивный фиксирующий агент
особенно пригоден при изучении химико-аналитических вопросов, ибо
химическое строение белков нарушается спиртом минимально (например, при
испытании на хромофилию, при дополнительном растворении различных видов
белков по Унна, при изучении путем переваривания и т. д.). Он применяется
и при физико-химических исследованиях как химически относительно
индифферентный фиксатор (Цейгер, 1930а). Кроме того, в нем полностью
сохраняется ряд веществ, которые в других жидкостях растворяются целиком или
частично; к таким веществам относятся муциновые вещества, гликогену
мочевая кислота, железо, кальций. Напротив, жиры и жироподобные
вещества, холестериновые соединения, хромаффиновое вещество растворяются
и экстрагируются. Поэтому такие структуры, как пластосомы, сетчатый
аппарат и т. п., на спиртовых препаратах сохраняются плохо. Цитоплазма
в результате потери воды и жира большей частью сильно сморщивается.
Поэтому вид клеток при спиртовой фиксации очень мало соответствует их
прижизненному состоянию. Несмотря на этот недостаток, фиксация спиртом,
благодаря указанным выше преимуществам, остается незаменимой для
многих специальных исследований. Кроме того, окрашиваемость
фиксированных спиртом препаратов при многих методах оказывается особенно хорошей.
По сравненшо с другими фиксирующими жидкостями (Буэн, Гелли, Фор-
мол ит. п.) уже в процессе самой фиксации спиртом наступает очень сильное
сжатие. Зато сжатие* появляющееся при последующих обработках,
незначительно. Сморщивающее действие проявляется на цитоплазме больше, чем
на ядре (Г. Гертвиг, 1931).
Об определении концентрации спирта, его испытании и очистке
см. 376.
220. Способ употребления. Обычно для фиксации употребляется
безводный, так называемый абсолютный спирт (см. также 380). Если желательна
получить хорошие результаты, фиксируемые кусочки не должны быть толще
5 мм. Фиксация идет очень быстро. Для очень тонких кусочков (например,
перепонки) достаточно 15—30 мин.; при толщине 1—2 мм—0,5—1 час, при
толщине 3—4 мм—2—4 часа. Важно, чтобы препараты лежали на толстом
слое ваты в большом количестве абсолютного спирта, а спирт не разбавлялся
сколько-нибудь значительно проникающей из препарата водой, которая при
этих условиях будет опускаться на дно. Слой ваты создает также очень
важные условия для равномерной фиксации, благодаря которым спирт
проникает в препарат со всех сторон.
Действию абсолютного спирта препарат не нужно подвергать дольше
чем это необходимо для его полного пропитывания. Длительное воздействие,
между прочим, плохо отражается на последующей резке ткани. При плохо
пропитывающихся объектах (особенно беспозвоночных) нередко выгоднее
фиксировать в кипящем абсолютном спирте (2—10 мин.).
Для получения больших кусков ткани фиксацию нужно производить
путем инъекции в кровеносные сосуды.
221. Последующая обработка. Лучше всего зафиксированные кусочки
сразу же после окончания фиксации пропитать и залить. Если выбранный
способ окраски допускает, то целесообразно залить фиксированные спиртом
препараты в целлоидин; в этом случае избегается сильное сжатие, наступаю*
щее в бензоле и, особенно, в парафине. Кроме того, целый ряд обратимо
выпавших веществ, которые на парафиновых срезах при наклеивании, окраске
и т. д. легко растцоряются, на целлоидиновых срезах сохраняются
(например, гликоген).
Если нет возможности или нежелательно сразу залить фиксированный,
препарат, то он переносится в терпинеол, в котором препарат может длительно';

£8
Глава IV
-сохраняться без нарушения способности к окраске и резке (пигмент с
течением времени в нем обесцвечивается). Можно также перевести препарат через
50-градусный спирт в 80-градусный..
222. При спиртовой фиксации, как и при многих других, одностороннее
воздействие может привести (особенно в краевых частях препарата) к
смещению клеточного и ядерного содержимого и даже самих ядер («Бегство
содержимого клеток к середине кусочка», Теллеаницкий, 1898, см. также
Шаффер, 1918).
223. На вопрос о том, при какой концентрации спирта фиксация дает
наилучшие результаты, отвечают различно. Кардазевич (1925) находит, что
70—90 -градусный спирт фиксирует лучше абсолютного (объект: яйца
аскариды). Цейгер (1930а), напротив, установил (путем измерения диаметра
ядер), что наименьшее сжатие наступает при фиксации абсолютным спиртом.
Уже при фиксации 96-градусным спиртом замечается несколько более
сильное сжатие; при употреблении же 70-градусного и, особенно, 50-градусного
спиртов оно становится еще сильнее.
По Секи (1937), фиксирующее действие спирта, ацетона, пиридина и т.п.
.значительно усиливается путем прибавления небольшого количества воды.
Отсюда возможно, что для фиксации 98-градусный спирт был бы
предпочтительнее безводного.
224. Для целей коллекционирования, если нежелательно употребление
^формалина, объекты помещают сперва на 24—48 час. в 30—40-градусный
спирт, а затем обрабатывают дальше спиртами возрастающей крепости. Для
.микроскопических исследований этот способ фиксации, однако, непригоден.
Напротив, для приготовления коллекционных препаратов он часто вполне
удобен, особенно после легкого подкисления спирта уксусной кислотой
<0,5:100).
Спиртовые смеси
225. Абсолютный спирт с прибавлением ледяной уксусной кислоты
(например, 20 см? кислоты на 100 см3 спирта) быстро проникает в ткани, так что
я нем могут профилироваться за несколько часов и кусочки несколько
более крупные, чем в абсолютном спирте. Способ употребления и результаты
-сходны с тем, что сказано об абсолютном спирте. После фиксации куски
.переносят еще на короткий срок в чистый абсолютный спирт. Затем
.заливка.
226. Очень хорошие результаты в соответствующих случаях дает
жидкость Карнуа (называемая также смесью Ван-Гехухтена), которая состоит
из 60 см3 абсолютного спирта, 30 см3 хлороформа и 10 см3 ледяной уксусной
кислоты. Раствор проникает очень быстро (за 4 часа приблизительно на 2,9 мм).
Объекты в 1—2 мм оказываются зафиксированными уже через 1 час, при
толщине 3—5 мм—через 3—5 час. Выдерживать в растворе нужно не дольше
чем это необходимо для полного пропитывания. При длительном действии
усиливается сжатие и, кроме того, препарат становится слишком
твердым. После фиксации его сразу следует перенести в чистый
абсолютный спирт.
227. По Секи (1937), быстрое проникновение жидкости Карнуа основано
на том, что в богатых водой тканях уксусная кислота диссоциирует Н-ионы,
отчего сильно изменяется коллоидное состояние тканевых веществ, а
хлороформ растворяет жиры и липоиды. Оба эти момента облегчают
проникновение спирта.
• 228. В спирт—формалине—2 части спирта (от 80-градусного до
абсолютного) и 1 часть продажного формалина (Шаффер, 1908 и 1918)—фиксируют
1—2 дня, более крупные куски—дольше. Затем переносят в соответствующий
чистый спирт. Если брать 80-градусный спирт, то, как показал мой опыт,

. Фиксация гистологических препаратов
59
при быстрой дальнейшей обработке сохраняется хорошая способность к резке
даже у весьма богатых желтком эмбрионов.
229. По Рейману и Унна (1912), хорошие результаты должно давать
прибавление к 96-градусному спирту 2-процентного хлористого цинка
(особенно для выявления цитоплазмы).
230. Руднев (1907) помещает свежие органыжидкий спирт—эфир—
целлоидин (см. 443, 2-процентный раствор) и оставляет их в нем на
длительный срок (до нескольких недель). Смесь фиксирует, становится при этом
гуще и может быть сразу употреблена для заливки (см. пропитывание
целлоидином).
231. Пропиловый спирт не годен для фиксации, так как он очень
медленно проникает (за 4 часа—на 0,2 мм\). Секи (1937) приписывает это
образованию на поверхности органа своего рода пленочки, которая оказывает
большое сопротивление дальнейшему проникновению спирта.
Хромовая кислота и хромовые соли
232.' Хромовая кислота в чистом виде употребляется в технике
фиксаций лишь очень редко. Она проникает крайне медленно (за 4 часа—на 1—
1,5 мм); протоплазма после фиксации хромовой кислотой выглядит сильно
вакуолизированной. Содержимое ядра разрушается как в очень сильных,
так и в очень слабых концентрациях; в 0,3—1-процентном растворе оно
сохраняется лучше.
Употребление. Небольшие кусочки, толщиной 1—2 мм, обычно
фиксируют в 0,3—0,5-процентном водном растворе в течение 5^-6 час; более
крупные—несколько дней и даже недель, причем жидкость, количество
которой должно, по крайней мере, в 200 раз превышать объем кусочков, нужно
многократно сменять. После фиксации промывают 12—24 час. в проточной
воде, пока, по возможности, не исчезнет желтая окраска кусочков.
Хромовая кислота лри фиксации, как и при дублении, образует с белками и
сли8ями труднорастворимые соединения. Уплотнение хромовой кислотой
впервые было введено в 1840 г. А. Ганновером.
ХРОМОВОКИСЛЫЕ СМЕСИ
233. Хромовоуксусная кислота фиксирует благодаря содержанию
уксусной кислоты несколько лучше, чем одна хромовая кислота. Состав: хромовая
кислота 2,5 г, вода 100 см8, ледяная уксусная кислота 1 см3. Раньше эта смесь
применялась и во многих других количественных соотношениях, редко
употребляемых в настоящее время. О хром—осмий—уксуснокислых смесях
по Флеммингу, Мевесу, Бенда, Шампи см. 289—298.
СМЕСИ G БИХРОМАТОМ КАЛИЯ
234. Сам по себе бихромат калия (синонимы: кислый хромовокислый
калий, двухромовокислый калий) как фиксирующая жидкость не
употребляется, так как он постоянно вызывает (особенно в ядре) образование
артефактов—вакуолей или отверстий и сетчатых образований (так называемые
хромовые сети).
Прежде фиксировали главным образом в возрастающих
2—5-процентных растворах, т* е. кусочки помещали сперва в 2-, затем в 3-, потом в 4- и,
наконец, в 5-процентный раствор.
235. Бихромат калия чрезвычайно часто употребляется в технике
фиксации в соединении с другими веществами: с уксусной кислотой, формалином»

60.
Глава IV
осмиевой кислотой, сулемой. При этом особенно проявляется его
благоприятное действие на цитоплазму и ее компоненты; в то же время смесями
подавляется его растворяющее влияние на ядро.
Препараты, фиксированные хромсодержапцими жидкостями, не должны
неделями лежать в спирту, а их нужно по возможности сразу заливать. Если
спирты при проведении через них препаратов становятся желтыми (особенно
из-за экстракции хромированных жиров), их следует обновлять.
236. Бихромат калия—уксусная кислота. Предложенная Теллезниц-
ким (1898) просто приготовляемая жидкость одинаково хорошо фиксирует
протоплазму, ядро и соединительную ткань и проникает довольно быстро
(за 1 час—на 1 мм, за 4 часа—на 3—4 мм.).
Состав: 3-процентного раствора бихромата калия 100 см3, уксусной
кислоты (непосредственно перед употреблением) 5 см3. Фиксируют 1—2 дня,
основательно промывают сутки в обычной воде и проводят в темноте через
спирты, начиная с 15-градусного.
237. Действие жидкости, по мнению Теллезницкого (1898, 1926),
объясняется тем, что более быстро диффундирующая уксусная кислота осаждает
нуклеопротеиды и вначале подкисляет клетку, не осаждая протоплазмати-
ческие белки. Позднее в клетку проникает бихромат калия, осаждает все
еще не выпавшие клеточные белки и одновременно консервирует жиры и жи-
' роподобные вещества. Такую же роль играет уксусная кислота и в других
фиксирующих смесях.
238. Бихромат калия—формалин—уксусная кислота (каформацет) весьма
пригоден как для ориентировочных препаратов, так и для более тонких
исследований.
Состав: 3-процентного раствора бихромата калия 85 см3, формалина
10 см3, ледяной уксусной кислоты 5 см3 (жидкости соединяются лишь
непосредственно перед употреблением; можно еще прибавить 40 см3 5-процентного
водного раствора сулемы). Кусочки толщиной 0,3—1 см фиксируют 6—24 часа
(более мелкие быстрее) и переносят в многократно сменяемый 5-процентный
водный раствор сернокислого лития или натрия. Это делается для того,,
чтобы задержать набухание .соединительной ткани, которое, наступило бы*
если промывка производилась бы сразу в воде. Затем в течение суток
основательно промывают в простой воде.
При сравнительных исследованиях мне удалось установить, что очень
благоприятно влияет на окрашиваемость препарата дополнительная
обработка сернокислым литием. Так, например, гемалаун окрашивает фйкойрован-
ные указанным выше способом и промытые в воде препараты лишь очень
медленно; после же обработки сернокислым литием окраска протекает
нормально. Фиксированные этим способом препараты целесообразнее заливать
в течение ближайших 14 дней, так как после более длительного лежания
в спирте они плохо окрашиваются рядом красителей. *
239. Бихромат калия—формалин—уксуснокислая смесь (каформацет по
Вернеру, 1935) впервые предложен Виттмааком и Гель дом, с тех пор
количественные отношения в ней многократно варьировались, так что в
настоящее время известно 20—30 различных прописей. Виттмаак и его школа дали
6 прописей, Кольмер 3, Кубо 3 и т. д. Вернер (1934) сравнительным путем
исследовал большое число этих жидкостей самого различного количественного
состава в концентрации и установил для них понижение точки замерзания
между 0,63 и 5,6 при незначительных колебаниях концентрации Н-ионов
(pH 3,16—-3,68; измерение через 3 дня после приготовления). Для раствора,
данного в 238, Вернер нашел на 3-й день Д = 4,90, pH 3,49.
240. Гельд прибавляет к 3-процентному раствору бихромата калия 4%.
продажного формалина и 5% ледяной уксусной кислоты, оставляет, раствор
на несколько недель созревать до тех пор, пока он не станет Зеленоватым

Фиксация гистологических препаратов
61
{«•зеленый раствор»). Вернер нашел на 3-й день Д=3,29; pH 3,36; на 25-й день
pH 3,72—3,82.
241. Кольмер (1912) рекомендует следующий раствор: насыщенного
водного раствора бихромата калия (содержит около 13% бихромата калия)
2—4 части, 10-процентного раствора продажного формалина 2—4 части,
ледяной уксусной кислоты 1 часть (на 3-й день Д=5,4; pH 3,26—3,36); можно
еще прибавить 2 части насыщенного раствора сулемы.
242. Все каформацетные смеси изменяются уже вскоре после
приготовления, когда их pH лежит около 2. Химические превращения в основном
состоят в восстановлении бихромата до хромовых соединений и в окислении
формальдегида до муравьиной кислоты. Они ведут к уменьшению общей
концентрации и концентрации Н-ионов и, вероятно, также к снижению ценности
растворов как фиксаторов. Изготовление каформацета определенного
качества возможно лишь в том случае, когда в рецепте, кроме данных о веществах
п способе приготовления, приведены также указания о возрасте раствора
и температуре хранения (Вернер* 1935).
243. Бихромат калия—формалин обычно приготовляют по Копш—Рего:
3-процентного раствора бихромата калия 80 см3, формалина 20 см3.
Отличный фиксатор для исследований цитоплазмы (митохондрии) см. также 976.
244. Бихромат калия—сернокислый натрий предложен Г. Мюллером
0857) и с тех пор известен как жидкость Мюллера. В прежнее время была
очень употребительна, теперь же большей частью применяется в соединении
с формалином (Орт, см. 247) или с сулемой и ледяной уксусной кислотой
(Ценкер, см. 336).
Состав: бихромата калия 2,5 г, сернокислого натрия 1 г,
дестиллированной воды 100 см3.
По Теллезницкому (1898) и Вернеру (1935) прибавление сернокислого
натрия излишне. pH 4,0, как у чистого бихромата калия.
Употребление. Кусочки толщиной 0,5—1 см фиксируют в
темноте 8—14 дней, более крупные—несколько недель (например, человеческий
спинной мозг 6—8 недель). Вначале жидкость сменяют ежедневно, затем
еженедельно. Результат фиксации такой же, как при употреблении простого
раствора бихромата калия. Жидкость Мюллера в прежнее время играла
большую роль также как средство для уплотнения.
245. Несколько быстрее с тем же результатом действует жидкость
Эрлиха (бихромата калия 2,5 г, сернокислой меди 0,5 г и дестиллированной
воды 100 см3). Жидкость сменяют каждые 2 дня. Длительность фиксации
в 3—4 раза меньше, чем в жидкости Мюллера.
246. Повышение температуры до 37—40° (помещение в термостат)
значительно сокращает длительность фиксации в жидкости Мюллера .или
Эрлиха. (Так, например, спинной мозг человека в этих условиях
оказывается достаточно профилированным уже за 5—10 дней.) Чтобы
предохранить кусочки от заплесневения прибавляют тимол. Объекты для
облегчения пропитывания со всех сторон следует либо подвешивать в
жидкости, либо помещать на фильтровальную бумагу и т. п.
247. Смесь Орта состоит из 9 частей жидкости Мюллера, к которым
непосредственно перед употреблением прибавляется 1 часть формалина.
Фиксация 24—48 час. в темноте и 24-часовая промывка в обычной воде.
Результат несравненно лучший, чем при одной лишь жидкости Мюллера. Эту
фиксацию особенно рекомендует Шридде (1910).
248. По Бурхарду (1897), хромовые соли калия, цатрия, лития и т. д,
разрушают ядра, тогда как бихроматы кальция, бария и меди сохраняют
хроматиновую структуру. Поэтому следующие смеси дают в общем хорошую
фиксацию клеточных структур: а) бихромата кальция 4-процентного 60,0 г;
бихромата калия 5-процентного 30,0 а; ледяной уксусной кислоты 5,0 г;

62
Г лапа IV
б) бихромата бария 4-процентного 60,0 бихромата калия 5-процентного
30,0 г; ледяной уксусной кислоты 5,0 г; в) двухромовокислой меди
6-процентной 60,0 г; бихромата калия 5-процентного 30,0 г; ледяной уксусной
кислоты 5,0 г.
Срок фиксации 6—24 час, затем основательная промывка водой.
249. Если объекты во время фиксации в жидкостях, содержащих хром,,
или при последующих обработках спиртом подвергать действию света, то
в них, согласно Г. Вирхову, образуются искусственные пигменты, которые
часто очень мешают наблюдению и могут быть спутаны с естественными
пигментами. Сосуды поэтому нужно ставить в темноту. Свет, видимо, влияет
также на растворимость белковых осадков.
250. Для удаления осадков, нередко появляющихся при фиксации хром-
содержащими жидкостями, Лёвенталь помещает препараты до спиртовой
обработки в 0,5-процентную хромовую кислоту, в теплую воду или в воду,
немного подкисленную соляной кислотой.
251. Препараты, фиксированные в хромсодержащих жидкостях, при
длительном лежании в спирте становятся зеленоватыми и плохо
окрашиваются. Для отбеливания препаратов и восстановления их способности:
к окраске Эдингер обрабатывает срезы в течение 5 мин. разбавленной азотной
кислотой (1 : 10). Затем основательная промывка.
Уксусная кислота
252. Уксусная кислота сама по себе употребляется для фиксации очень
редко, так как в чистом виде она дает плохие результаты. Очень.часто и с
большой пользой ее прибавляют к другим фиксирующим жидкостям (см. также
237). Ледяной уксусной кислотой называют 100-процентную уксусную
кислоту, а так называемая концентрированная уксусная кислота содержит 4%
воды. При действии на свежий препарат разведенной уксусной кислоты
(например, 1-процентной) четко выступают ядра (вследствие образования в них
осадков); протоплазма клеток при этом частично растворяется. См. также
опыты Ван-Гервердена (914).
Формол (формалин)
253. С тех пор как Ф. Блюм (1890) ввел в микроскопическую технику,
формалин, последний превратился в наиболее употребительное средство
фиксации. При простоте использования и дешевой цене он хорошо сохраняет
форму, окраску и структуру препарата. Вследствие своей хорошей
диффузионной способности и незначительного осаждающего действия он проникает
относительно быстро даже в крупные органы, причем удовлетворительно
сохраняются даже глубоко лежащие части последних. Формалин сообщает,
ткани плотность, вполне подходящую также и для резки на
замораживающем микротоме. Дальнейшее преимущество формалина состоит в том, что
препараты могут сохраняться в нем годами, оставаясь способными к
окрашиванию. Особенно ценным является способность формалина хорошо
сохранять жиры и липоиды. На этом основано большое значение формалина для
фиксации нервной системы.
Очень распространенное мнение о том, что в формалине все липоиды
сохраняются в неизменном количестве, в действительности, как показал Гаммар,
неверно (см. также 1036 и 1037). Фосфатиды в головном и спинном мозгу
формалином гидролизируются; напротив, галактолипоиды (цереброзиды)
и холестерин изменяются незначительно (Вейл, 1930).
Менее пригодна фиксация чистым формалином для различных
цитологических исследований, например, для ядерных структур, для органов

Фиксация гистологических препаратов
62
кроветворения, для обнаружения гликогена или железа (см. ниже4. Гуанин
и мочевая кислота также растворяются в формалине. По Шиллеру (1930),
формалин неполно фиксирует кислые белки, если употребляется в чистом
виде, при прибавлении нейтральных минеральных солей он дает отличную
фиксацию (см. также 268).
254. По исследованиям Цейгера (1930) под влиянием формальдегида
белковые коллоиды микроскопических структур становятся кислее,
следовательно, базофильнее, чем при чисто спиртовой фиксации; -в то же время
сулема, бихромат, пикриновая кислота (например, при фиксации по Буэну)
и хромовая кислота снижают кислотность (см. также 273).
255. Свойства продажного продукта. Формол, или формалин,
представляет собой 30—40-процентный раствор в воде газообразного
формальдегида. В продаже формалин бывает различной концентрации и качества.
30-процентный раствор, употребляющийся главным образом для
дезинфекции ит. п., часто очень загрязнен и для микротехнических целей не может
быть рекомендован.
Формалин, соответствующий определениям немецкой фармакопеи,
содержит немного муравьиной кислоты и непостоянное количество
метилового спирта. Он удовлетворяет обычным требованиям микротехники,
однако при некоторых методах фиксации должен быть нейтрализован (см. 257),
Формалин следует хранить в защищающих от света коричневых
склянках и при температуре не ниже 9°. При более сильном охлаждении в растворе
появляется муть, которая постепенно оседает в виде белого осадка (пара-
формальдегид и триоксиметилен); то же происходит и при испарении
(например, на горлышке склянки).
256. Определение процентного содержания формалина несколько сложно.
Лучше всего это делать следующим образом: точно отвешивают около 1 г
раствора формальдегида в мерную колбочку вместимостью 100 см3,
содержащую 2,5 см3 воды и 2,5 см3 1 н. едкого калия. Колбочка при побалтывании
заполняется водой до метки. 10 см3 этого раствора смешивают с 50 см3 0,1н.
раствора иода и прибавляют 20 см3 1 н. КОН; оставляют 15 мин. стоять при
комнатной температуре и затем добавляют 10 см3 разведенной серной кислоты.
При этом на каждые 0,1 г раствора формальдегида йужно употребись не
менее 23,3 см3 0,1 н. раствора иода, так как для связывания избыточного
иода требуется не более 26,7 см3 0,1 н. раствора серноватисто-кислого натрия,
что соответствует минимальному содержанию формальдегида, равному 35%
(1 см3 0,1 н. раствора иода на 0,001501 г формальдегида; в качества
индикатора* употребляется раствор крахмала).
257. Нейтрализация формалина. Как указывалось выше, продажный
формалин обычно содержит некоторое количество муравьиной кислоты;
под влиянием света она появляется и в формалине, первоначально-
не содержащем кислоты. Незначительное содержание кислоты, повидимому,
безвредно для обычных целей фиксации. Однако для определенных методов,
особенно для серебрения, необходимо употребление формалина, свободного-
от кислоты.
Нейтрализация достигается просто и без труда тем, что формалин
оставляют надолго в коричневой склянке над 1—2-сантиметровым слоем
порошкообразного углекислого кальция. Вначале склянку несколько раз энергично*
взбалтывают. Обычно кислота достаточно нейтрализуется уже через 24 часа.
258. Полная нейтрализация не наступает и при недельном стоянии над
углекислым кальцием. При определении его pH я постоянно находил
величину 6,3—6,5. Если, однако, формалин, в котором содержание кислоты было-
сильно снижено, разбавляли обычным образом обычной водой, то
получалось pH 7,1; следовательно, содержащихся в обычной воде щелочей как раз
достаточно для нейтрализации последних следов кислоты. Формалин, точное

64
Глава iY
нейтрализованный едким натрием или содой, после разбавления обычной
водой становится слабо щелочным (pH 7,4—7,5).
259. Рекомендуемой Манном нейтрализацией углекислым магнием я
перестал пользоваться, так как формалин при этом становится слабо щелочным
(pH 7,5—7,6), чего лучше избегать.
260. Бэрк (1933) нейтрализует формалин,, прибавляя немного пиридина
(преимущество—отсутствие следов кальция). Пиридин не взаимодействует
с формальдегидом, чем предотвращается появление осадков параформаль-
дегида (см. также 267).
261. Испытание реакции. При прибавлении 1 капли 0,1-процентного
раствора нейтрального красного при кислой реакции появляется кармино-
вокрасная окраска, при щелочной—оранжево-желтая. Менее резким,
но все же достаточным является • испытание лакмусовой бумажкой.
Лучше всего определять pH (например, с помощью колориметра Вульфа
или др.).
262. Вредное действие формалина. При длительном действии пары
формалина сильно раздражают слизистые оболочки бронхов и глаза. На руках
формалин дубит кожу, а при частом употреблении вызывает сухую экзему.
Если необходимо длительное время препарировать формалиновые препараты,
то сначала лишают их запаха, помещая в слабоаммиачную воду.
263. Обозначение степени разведения в микротехнике. Обозначения
содержания формальдегида в растворах, служащих для фиксации, очень часто
бывают весьма неясными, особенно если они даются в процентах, так как
некоторые авторы принимают исходный 40-процентный раствор за
100-процентный, другие же—за 40-процентный. Отсюда для первых, например,
в 100 см3 10-процентного раствора содержится 4 см8 формальдегида, для к-
вторых же —25 см3. При этом многие авторы оставляют неизвестным, был ли
их исходный раствор 36- или 40-процентным. Поэтому я считаю, что лучше
всего указывать количество формалина й воды; например формалин 1: 4
(т. е. 1 часть формалина и 4 части воды), в важных случаях—с указанием
процентного содержания формальдегида. в исходном pacTBopef например
формалин (40-процентный) 1 : 4.
Для разведения формалина, если нет иных указаний, всегда
употребляется обычная вода.
264. Употребление крепких растворов (по Сьёбрингу, 1900): 1 часть
продажного формалина разбавляют 4 частями обычной воды. Длительность
фиксации 24 часа и дольше. Если препараты должны сохраняться в
формалине длительное время, то через несколько дней их переносят в более
слабый раетвор (например, 1:9).
Последующая обработка зависит от целей исследования. Гистологические
препараты, предназначенные для общего обзора, переносят непосредственно
в 90-градусный спирт. Препараты, предназначенные для исследования жиров
и липоидов, для импрегнации серебром и заливки в желатину, из формалина
переносят в обычную воду, где они основательно промываются до удаления
формалина.
265. Употребление слабых растворов. По предложению Блюма,
формалин очен4> часто разбавляют в 10 р>аз по объему (1 : 9), т. е. 1 часть
формалина в 9 частях воды; после фиксации обычно сначала промывают водой
(или 50-градусным спиртом), а затем обезвоживают спиртами возрастающей
крепости..
266. Поликар и другие авторы вместо воды разбавляют физиологическим
раствором хлористого натрия (например, 1 часть формалина и 8 частей
0,8-процентного раствора NaCl). После фиксации промывают не в воде, а в
50-градусном спирте* При методах серебрения к этому присоединяется тщательная
промывка в обычной и, наконец, в дестиллированной воде.

Фиксация гистологических препаратов
65
Я лично избегаю употребления формалин—хлорнонатриевого раствора,
так как фиксированные им препараты плохо окрашиваются в растворах
кислых красителей, например, в растворе эозина. Кроме того, особенно при
длительном действии, повидимому, экстрагируется ряд белковых веществ.
Препараты часто имеют вид выщелоченных.
267. Формалин—пиридин. Бэрк (1933) рекомендует следуюпщй раствор:
дестиллированной воды 75 см?, формалина 25 см?, чистого пиридина 5 см9.
Количество фиксирующей жидкости должно по крайней мере в 20
раз-превышать объем препарата. Продолжительность фиксации 48 час,
периферические нервы лучше фиксировать 2 недели (но и 6 недель не приносят вреда),
не должно быть никаких осадков формалина. По Бэрку, после этой
фиксации применимы все: методы окраски и импрегнации; она может быть особенно
рекомендована для тех случаев, когда предписывается нейтральный
формалин. pH формалин—пиридина около 7—7,5 (см. также 260).
268. Шиллер (1930) рекомендует прибавлять к формалин—пиридину
сульфаты или, еще лучше, ацетаты. Среди последних ацетат магния имеет
то преимущество, что дает более быстрое и при этом более тонкое осаждение..
Одновременно устраняется набухающее действие формалина. В качестве
оптимума Шиллер нашел комбинацию 8-процентного раствора формалина
с 2,18-процентным ацетатом магния (с 4 молями кристаллизационной
воды); таким образом, смешивают 20 см? формалина, 40 см? воды, 40 см?
5,5-процентного раствора кристаллического уксуснокислого магния,
269. Применение в газообразном виде. Для некоторых целей, например
для фиксации секреторных гранул, Б. Гросс советует применять
формальдегид в газообразном виде. .
Для этого объект нарезают тонкими кусочками и кладут на марлю
в вакуум-эксикатор, дно которого покрыто 40-дроцентным раствором
формальдегида. Через тубус вводят две стеклянные трубки, одну из которых
помещают отверстием над фиксируемым органом, а другую—под ним. Одну трубку
соединяют с водоструйным насосом, другую—с тремя стеклянными промы-
валками, наполненными 30-процентным раствором формальдегида и
поставленными на водяную баню, подогреваемую до 5(К В течение 6—10 час.
пропускают воздух, т. е. пары формальдегида, и затем закрывают краны.
Через 24 часа орган зафиксирован.
270. Использование формалина для быстрых диагнозов. Вальц. (1920)
советует кусочки органов толщиной 1—2 мм кипятить в течение 1—2 мйн.
в формалине (1: 4) и затем резать на замораживающем микротоме. Возможна
окраска Суданом.
271. Способ действия формалина. По Блюму, фиксирующее действие
формалина основано на метилировании тканевых белков; при этом
формальдегид при отщеплении воды вступает с тканевыми белками, в метальное
соединение. Якоби, производивший на плавательной перепонке лягушки
наблюдения над изменениями, наступающими прижизненно при действии
формалина, принимает, что формальдегид путем поглощения, одной
молекулы воды превращается в молекулы;
Н Н
1 I -
ОН-С-ОН или Н-С-ОН
I I
н он
Вследствие наличия групп ОН и Н при атоме С эти молекулы .особенно
пригодны для тогр, чтобы при обратной отдаче воды соединять друг с. другом,
как скрепками^ крупные молекуды белка и коллагена, богато снабженные
на своих боковых цепях способными к замещению группами Н и QH.
5 Б. Ромейс

.66
Глава IV
Легкое воссоединение, происходящее при этой фиксации, не изменяет
первоначальных расстояний, существовавших между молекулами в состоянии
золя, и сохраняет тем самым их адсорбционную способность по,
отношению к воде и красителям. Ввиду этого образующаяся масса не приобретает
того зернистого характера, который наблюдается при коагуляции ионами
металлов.
272. Многочисленные измерения показали, что при фиксации
формалином органы вследствие набухания несколько увеличиваются в объеме.
Чем концентрированнее раствор формалина, тем меньше набухание.
Однако гистологические исследования при сильцых концентрациях
показывают столь неудовлетворительную, искаженную картину структуры
протоплазмы, что применение растворов крепче 1 : 3 или 1 : 4 не рекомендуется
(Шиллер). При последующей обработке спиртом постоянно наступает
обычное сжатие.
273. Шпатц (1923) установил, что во время пребывания кусочков ткани
в формалине, даже предварительно нейтрализованном, образуются кислоты,
проникающие внутрь тканевых блоков. Повидимому, это метилированные
белки, карбоксильные группы которых становятся активными в результате
изменения аминных групп белка. Образование кислоты связано с сущностью
формалиновой фиксации; его не удается устранить, не нарушая фиксации.
Ввиду этого фиксация формалином неприменима при исследовании на
присутствие железа, которое при этом в большей или меньшей степени
растворяется. Эти положения прекрасно подкрепляются исследованиями Цейгера
(1930b), который обнаружил увеличение под влиянием формалиновой
фиксации отрицательного заряда тканевых элементов. Гидролиз* фосфатидов
приводит к образованию фосфорной кислоты, появляющейся в виде растворимого
в воде соединения (А. Вейль, 1930). По Бендиену и Гансу, степень
кислотности формалинового раствора устанавливается большей частью очень скоро
после фиксации на pH 4,7. Они объясняют это тем, что формалин'вследствие
растворения белковых веществ приобретает характер буферного раствора.
274. Удаление формалиновых осадков. Очень часто в фиксированных
формалином препаратах появляются темнокоричневые кристаллические осадки.
Это те самые легко узнаваемые по форме, окраске и беспорядочному
расположению «формалиновые осадки», которые, по Бровичу (1900), образуются
в результате действия формальдегида на находящийся в тканях
растворенный гемоглобин. По И. Беккеру (1926), они дают положительную бензиди-
новую реакцию.
Удаление осадков лучше всего производится, по предложению Карда-
зевича (1925), путем помещения неокрашенных срезов в 1—5-процентный
раствор нашатырного спирта (NH4OH) в 70-градусном этиловом спирте.
Осадки исчезают за время от 5 мин. до 4 час; струкаура и окрашиваемость
объекта остаются при этом неизмененными. Этот метод превосходит часто
употреблявшийся прежде метод Вероцаи. Единственный недостаток способа
Кардазевича состоит в том, что, кроме формалинового осадка, растворяется
и малярийный пигмент. Остальные пигменты, прежде всего коричневый
пигмент изнашивания, меланин, гемосидерин, антракотический пигмент этим
методом не растворяются (Ди Биази, 1926).
275. Метахроматически красящиеся шарики, часто появляющиеся в
центральной нервной системе после фиксации формалином и последующей
обработки спиртом, представляют собой га л акто липоиды; их можно удалить
помещением в горячую (60°) воду (А. Вейль, 1930).
276. Метод Вероцаи. Срезы для освобождения от осадка помещают на
-10-мин.-в смесь 1 части 1-процентного водного раствора едкого калия и
100 частей' 80-градусного спирта, затем на.5 мин. в дважды сменяемую воду,
на 5 мин. - в 80-градусный спирт, после чего промывают в проточной ^воде.

Фиксация гистологических препаратов
277. Размягчение. Если . препараты вследствие длительного лежания
в крепком формалиновом растворе станут слишком плотными, то это можно
устранить, по В. И. Шмидту (1910), помещением на 14 дней в 1-процентный
раствор азотнокислого серебра пли в 10-процентный раствор лцмонной
кислоты.
278. Формалиновые препараты можно потом дофиксировать почти любой
другой фиксирующей жидкостью (см. также Ганзен, 1908b); они допускают
окраску большинством методов и могут быть дополнительно обработаны
методами Гольджи и Вейгерта.
279. Формалин часто комбинируют с другими фиксирующими
жидкостями. Прибавление производят большей частью непосредственно перед
употреблением, так как жидкости, особенно если они содержат хром, после
смешения обычно быстро разлагаются.
Четырехокись осмия
280. Летырехокись осмпя 0s04 (синонимы: осмиевая кислота,
гиперосмиевая кислота) была введена в микротехнику М. Шульце и М. Рудневым
(1865) по предложению Ф. Е. Шульце. Это вещество, летучее уже при
комнатной температуре, поступает в продажу в запаянных стеклянных
трубочках по 0,1, 0,5 или 1,0 г. Обычно употребляют 1—2-процентный водный
раствор, который хранят в колбе с хорошо притертой пробкой. На свету раствор
не восстанавливается. При работе с четырехокисыо осмия нужно учитывать,
что его пары очень сильно раздражают слизистые оболочки.
Более распространенное наименование «осмиевая кислота» в сущности
неверно, так как в действительности это вещество лишено кислотных свойств.
pH осмиевого раствора в сильной степени зависит от pH воды,
использованной для растворения. Петрункевич и Пикфорд (1936) нашли в старом растворе
pH около 7,6, однако щелочность была обусловлена мягким стеклом склянки.
Свежий раствор, находившийся в стекле пирекс, имел pH 6,1. Здесь слабая
кислотность была вызвана следами углекислоты.
Приготовление раствора. После удаления этикетки
стеклянную трубочку прежде всего необходимо чисто вымыть сцаружи. Затем
путем легкого встряхивания и постукивания кристаллы по возможности
полностью сосредоточивают в нижней половине трубочки; последнюю
посередине осторожнацодпиливают кругом напильником. Далее берут трубочку
в платок и, держа вертикально, отламывают верхшою половину. Надпид
должен быть настолько глубоким, чтобы трубка ломалась легко и ровно.
Сразу после этого собранные в нижней половине кристаллы вытряхивают
в мерную колбочку соответствующего объема, смывают растворителем
могущие пристать к трубочке остатки вещества и доливают колбу до кольцевой
метки. Растворение кристаллов требует нескольких часов.
281. Осмиевая кислота очень легко редуцируется органическими вещен
ствами (а также пылью и т. п.), поэтому при приготовлении раствора нужно
обращать особое внимание на то, чтобы употреблялась совершенно чистая
дестиллированная вода (лучше всего дестиллированная вторично в
стеклянной посуде). Склянка (лучше всего из стекла пирекс) также тщательно
промывается. Несмотря, однако, на все предосторожности, каждый раз убежг
даешься в том, что рано, или поздно раствор вследствие восстановлений
чернеет и из-за этого портится.
Поэтому я лично много лет употребляю для растворения осмиевой ки<^
лоты вместо, дестиллированной воды 0; 1-процентный раствор хромовой
кислоты. Такие чрастворы в стеклянной колбе с притертой пробкой го^
дами остаются прозрачными без малейши? признаков восстановления
(см. также 291). < . г\

68
Глава IV
282. П. Майер рекомендует для задержки восстановления прибавлять
на 100 см3 раствора 10 капель (0,4 см3) 5-процентного раствора сулемы.
Однако, как я наблюдал, порча раствора этим не всегда предотвращается.
283. Способ действия. Из всех известных до настоящего времени
фиксирующих агентов осмиевая кислота» способна лучше всего сохранять
структуру клетки без сжатия и в состоянии, наиболее сходном с прижизненным.
При отсутствии кислоты она уплотняет ткани, не вызывая появления
видимых под микроскопом осадков, так как образующиеся при агрегации
частички лежат ниже границы микроскопической видимости (Берг, 1927).
Таким образом, характер коллоидно-химического действия осмиевой кислоты
отличается от действия других фиксаторов не принципиально, а лишь
количественно, порядком величины осаждаемых частиц. Кроме того, для
сохранения после фиксации цитоплазматических структур в состоянии, близком
к прижизненному, при относительной нечувствительности их к последующей
обработке (см. 200) имеет значение еще и то, что осмиевая кислота в
значительной мере стабилизирует также жиры и липоиды (Цейгер, 1938):
Естественная окраска разнообразных тканей изменяется благодаря окислению
в различной степени. Так, например, ядра становятся грязнржелтыми;
-протоплазма, мышечные и эластические волокна—серо-коричневыми; жиры
и жироподобные вещества, в зависимости от их свойств, окрашиваются от
желто-коричневого до черного цвета (см. 1053—1063).
При отличном фиксирующем действии большим недостатком осмиевой
кислоты является очень малая диффузионная способность, так что ее
благоприятное действие сказывается лишь на очень узкой, периферической зоне
препарата. Клетки, расположенные на самой поверхности, можно легко
перефиксировать; они становятся при этом стекловидными ив них уже не
удается различать никаких структур.
По измерениям Теллезницкого 2-процентный раствор проникает
несколько быстрее, чем 0,5 и 1-процентный (1-процентный раствор за 4 часа—
на 0,75—1 мм; 2-процентный раствор—на 1—2,5 мм; за 24 часа
соответственно—1—1,5 и 2—3 мм). Дальнейшие сведения об осмиевой кислоте
см. А. Фишер (1899), Теллезницкий (1926), А. Мейер (1920), Берг (1927),
Цейгер (1938).
284. Употребление в водном растворе. По возможности мелкие кусочки
(толщиной в 1—2 мм) помещают на 1—2 дня в по крайней мере 5-кратное
количество 1—2-процентного раствора осмиевой кислоты. После этого
промывают 24 часа в проточной воде. См. также 684.
Для фиксации лучше всего пользоваться маленькими бюксами с
притертыми крышками.
285. Употребление в виде паров. В случае очень мелких и тонких
объектов, например, мазков крови, органов простейших или тонких мембран можно
производить фиксацию и осмиевыми парами. При этом данные клетки
убиваются и фиксируются исключительно быстро, вследствие чего их форма
сохраняется очень хорошо" (например, псевдоподии и т. п.). Парами осмия
действуют таким образом: на дно хорошо закрытой стеклянной чашки
помещают несколько капель. 1—2-процентной осмиевой кислоты и объект
располагают так, чтобы он, не соприкасаясь с самой жидкостью, был вполне
доступен парам. Отдельные клетки или тонкие мазки фиксируются через
30—60 сек., болео толстые мазки или мембраны—через 1—3 часа. Во
избежание перефиксирования не нужно допускать слишком долгого действия
паров.
Жидкость Флемминга для действия оарами не годится, так как примесь
паров уксусной кислоты вызывает грубое* свертывание.
Парами осмия очень хорошо пользоваться также для предварительной
фиксации замороженных срезов нефиксированного материала (см. ,525).

Фиксация гистологических препаратов
286. Сохранение .осмиевого чернения. Почернение жиров и жироподоб-
ных веществ, обусловленное действием осмиевой кислоты, в канадском
бальзаме со временем обычно сильно слабеет. Чтобы сделать его более
устойчивым, объекты после промывки переносят в 70-градусный спирт,
к которому прибавляют маленький кристалл сернистокислого натрия
(Гейденгайн, 1907); см. также 1057, 846 и 849 (заключение осмированных
препаратов).
287. Окраска после осмиевой фиксации. Парафиновые срезы осмиевого
материала обычными методами окрашиваются большей частью плохо. Флем-
минг поэтому рекомендует окрашивать кусочки гематоксилином или
квасцовым кармином; особенно красивыми получаются при этом препараты
сетчатки. О. Шульце переносит объекты после 1-процентной осмиевой кислоты
и -многодневной обработки 1-процентным раствором бихромата калия без
промывки прямо в квасцовую кошениль. Ядра при этом окрашиваются очень
хорошо. Парафиновые срезы лучше всего окрашивать сафранином (см. 691),
по Флеммингу (см. 961) или по Лэйн—Бенсли (см. 2227).
288. Отбеливание осмиевого почернения производится по методу Паля
марганцовокислым калием и щавелевой кислотой (см. 983) или же перекисью
водорода (см. 1013). В последнем случае препараты вновь частично
приобретают способность к окрашиванию (Овертон, 1890). В. И. Шмидт (1937),
изучая двойное лучепреломление осмированных нервов, показал, что удалить
металл полностью трудно. Это удается лишь с помощью обработки хлором
(по 1118) 9 но при этом сильно страдает и остальное вещество мякотнрй
оболочки.
Осмиевые смеси
289. Осмиевая кислота часто употребляется вместе с хромовой кислотой
и бихроматом калия. При этом наблюдается, большая разница в действии
между смесями, содержащими уксусную кислоту, и смесями, в которых она
отсутствует или находится в небольшом количестве. К первой группе
принадлежат жидкости Флемминга и Германа. Они дают прекрасные результаты
для изучения ядра; цитоплазма и ее различные компоненты, напротив, 007
храняются плохо вследствие высокого содержания уксусной кислоты,
дающей «кислую фиксационную картину» (см. 203). Ко второй группе относятся
смеси Бенда, Мевеса и особенно Шампи. Они прекрасно фиксируют
цитоплазму, митохондрии и сетчатый аппарат.
СМЕСИ С БОЛЬШИМ СОДЕРЖАНИЕМ УКСУСНОЙ КИСЛОТЫ
290. Хром—осмий—уксусная кислота по Флеммингу (1*882, 1895а).
Обычно употребляют так называемую крепкую смесь.
Состав: 1-процентной хромовой кислоты 15 см3, 2-процентной
осмиевой кислоты 4 см3, ледяной уксусной кислоты 1 см3 (см. также 291).
Хенс (1917) для повышения диффузионной способности жидкости
Флемминга прибавляет к ней перед употреблением 0,5% мочевины и действует ею
на льду (см. также 942).
Применение. Так как осмиевая кислота лишь очень медленно
проникает в ткани, то в смеси нужно фиксировать лишь маленькие кусочки
1—3 мм. Перед, этим следует осторожно удалить фильтровальной бумагой
приставшую кровь, так как последняя, после того как зафиксируется, очень
затрудняет дальнейшее проникновение жидкости. Достаточное количество
жидкости, превышающее по объему в 5 раз величину кусочков, оставляют
действовать в маленькой склянке с притертой пробкой не менее 24 час.
лучше несколько дней); однако невредно и недельное или месячное дей-
:твие. После фиксации основательная промывка в обычной воде^ в течение

96
Глава IV
24 час; затем спирты возрастающей крепости; заливка fc парафин; окраска
железным гематоксилином (см. 672); сафранин—генциановым фиолетовым—
оранжевым (см. 961) или по Лэйн—Бенсли (см. 2227): •
Способ действия; Фиксирующее действие жидкости Флемминга
весьма значительно различается в отдельных* зонах препарата, так как
компоненты смеси проникают в него с очень различной скоростью. Благоприят^
ное действие осмиевой кислоты обнаруживается главным образом во внешней
зоне кусочка, тогда как внутри него сильнее сказывается действие уксусной
кислоты, которая опережает и осмиевую и хромовую кислоты. Наружная
поверхность бывает часто перефиксирована.
291: Так как водные растворы осмиевой кислоты легко портятся, то на
основании собственного опыта очень рекомендую сразу растворять ее в
хромовой кислоте. Хорошо закрытый основной раствор (притертая пробка!)
сохраняется годами. Чтобы получить жидкость Флемминга, растворяют
0,5 г осмиевой кислоты в 120 см3 1-процёнтной хромовой кислоты (тоже
118,7 см3). Незадолго до употребления к 19 см3 этого основного раствора
прибавляют 1 см3 ледяной уксусной кислоты.
292. Значительно менее употребительна слабая жидкость Флемминга;
имеющая такой состав: 1-процентной хромовой кислоты 25 см3, 2-процентной
осмиевой кислоты 5 см3, 1-процентной уксусной кислоты 10 см3,
дестиллированной воды 60 см3. Продолжительность фиксации от 24 час. до нескольких
недель. Последующая обработка, как в 290. Жидкость Фоля отличается лишь
незначительными видоизменениями, без которых можно обойтись.
293. Жидкость Германа: 1-процентного водного раствора хлористой
платины 15 см3; 2-процентной осмиевой кислоты 4 см3; ледяной уксусной
кислоты 1- см3. Обработка, как и'жидкостью Флемминга (Герман, 1893).
Результат такой же, как и в случае применения жидкости Флемминга. »
294. По Флеммингу, в жидкости Германа хроматиновое вещество не«-
сколько набухает, отчего, например, на фиксированных ею препаратах не
видны ранние стадии удвоения хромосом.
295. После жидкостей Германа, Флемминга и сходных с ними осмиевых
смесей объекты можно помещать на 12—24 часа в неочищенный древесный
уксус Далее—быстрая промывка и обработка спиртом. При этом наступает
своеобразное окрашивание объекта, которое часто делает излишней
дополнительную окраску (Герман, 1893):
СМЕСИ С МАЛЫМ СОДЕРЖАНИЕМ УКСУСНОЙ КИСЛОТЫ
ИЛИ БЕЗ НЕЕ
296. По Бенда: 1-процентной хромовой кислоты 15 см3, 2-процейтяой
осмиевой кислоты 4 см3, ледяной уксусной кислоты 2—3 капли (см. также 970),
или 19 см3 основного раствора, указанного в 291, 2—3 капли ледяной
уксусной кислоты.
297. По Мевесу: 0,5-процентной хромовой кислоты, растворенной в
1-процентном растворе NaCl, 15 см3, 2-процентной осмиевой кислоты 4 см3, ледя1
ной уксусной кислоты 2—3 капли (см. также 971). Эту смесь, предложенную
для нежных объектов, Винивартер очень рекомендует и для изучения ядра.
Он прибавляет, по совету Хенса (см. 290), перед употреблением 0,5%
мочевины и фиксирует на льду; при этом тонкие клеточные структуры
сохраняются лучше.
298. По Шампи: 1-процентной хромовой кислоты 7 см3, 3-процентного
бихромата калия 7 см3, 2-процентной осмиевой кислоты 4 см3 или И см3
данного, в 291 основного раствора, 7 см3 3-процентного раствора бихромата
кадия..Превосходны для ,мйтохондриев (см. 972) и вещества Гольджй (см.
также 1009 й 1015). . . "

Фиксация гистологических препаратов
Фосфорновольфрамовая кислота
299. Равитц (1909) фиксирует в фосфорновольфрамовой кислоте, которая
является «одним из наиболее мощных средств осаждения белковых веществ».
Состав: фосфорновольфрамовой кислоты в растворе 40 см3; 95-градусного
спирта 50 см3; ледяной уксусной кислоты 10 см3. Последняя прибавляется
только перед употреблением. Через 24 часа объект помещают прямо в
70-градусный спирт и т. д. Спирты нужно часто сменять и держать в них объект
до 48 час.
Пикриновая кислота
300. Пикриновая кислота очень часто применяется в технике фиксации,
особенно в соединении с другими веществами, такими, как формалин,
ледяная уксусная кислота, азотная кислота, сулема; сама же по себе она
употребляется редко. Из многочисленных смесей, содержащих пикриновую
кислоту, на первом месте стоит смесь Буэна, состоящая из пикриновой кислоты,
формалина и ледяной уксусной кислоты. Способность к окраске очень хорошо
сохраняется во всех пикриновокислых смесях. При исследовании на
содержание кальция нужно учитывать, что пикриновая кислота оказывает слабое
дёкальцинирующее действие.
301: В фиксационной технике пикриновая кислота употребляется
обычно в виде насыщенного водного раствора, к которому перед
употреблением прибавляют другие жидкости. Для приготовления запасного раствора,
который может сохраняться неограниченно долго, всыпают 30—50 г
пикриновой кислоты в 1—2-лйтровую бутылку, наполняют последнюю горячей
дестиллированной водой, энергично взбалтывают и дают остыть. При
комнатной температуре в 100 см3 воды растворяется около 1,2 г, так что в
остывшем растворе осаждается на дне большой избыток нерастворенных
кристаллов.
Если раствор использован, то к осадку снова добавляют горячую воду.
Чтобы всегда был запас, лучше всего иметь две запасные бутылки.
' 302. Отмывка пикриновой кислоты производится почти исключительно
70—80-градусным спиртом, но не водой, так как вызванные пикриновой
кислотой осадки большей частью нерастворимы в воде. Кроме того, при
помещении в воду наступает набухание соединительной ткани. Спирт при
отмывке следует несколько раз сменять. Однако в полном вымывании
пикриновой кислоты обычно нет необходимости. Если удаление пикриновой'
кислоты все же желательно, как, например, при целлоидиновой заливке, то
она быстрее всего вымывается с помощью разведенной азотной кислоты/,
например смесью, предложенной Больцеком (см. 306).
303. Желтая окраска пальцев, получающаяся часто при работе с
пикриновой кислотой, устраняется обмыванием средствами, содержащими хлор..
304. Пикриновая кислота сама по себе используется для фиксации лишь '
очень редко, так как она как таковая проникает не очень быстро (по Тел-
лезницкому, в 0,75-процентном растворе—лишь на 1—2 мм за 12 час.)
и вызывает довольно сильные сжатия, особенно в протоплазме.
Употребляется обычно насыщенный водный раствор, в котором в зависимости от
величины объекта фиксируют 1—24 часа или дольше.
СМЕСИ С ПИКРИНОВОЙ КИСЛОТОЙ
305. Пикриновая кислота—формалин—уксусная кислота. Эта
предложенная Буэном смесь принадлежит к лучшим фиксирующим жидкостям.
Относительно быстро проникающая жидкость очень рекомендуется как для
обзорных препаратов, так и для тонких исследований; Очень пригодна й для,

72
Глава IV
фиксации эмбрионов. Окрашиваемость тканей очень хорошая. Коллагеновые
волокна в ней несколько набухают; жиры и липоидные вещества сохраняются
хуже. Для выявления митохондриев и сетчатого аппарата она не годится.
Ткани сжимаются при фиксации этой жидкостью лишь на 2,5%, в связи
с чем раствор можно рекомендовать и для сохранения поверхностных картин
(эмбрионы). При последующей обработке спиртом сжатие доходит
приблизительно до 10%, после парафиновой заливки достигает в общем около 20%
{Петтен иФилпотт, 1921).
Состав и способ употребления. Насыщенного водного
раствора пикриновой кислоты 15 см3, формалина 5 см3, ледяной уксусной
кислоты 1 см3. Смешение содержащихся в запасе жидкостей производится
перед употреблением. Продолжительность фиксации, в зависимости от
величины объекта,—2—24 часа, но и действие в течение нескольких дней невредно.
После фиксации объект сразу переносят в 70—80-градусный спирт, который
2—3 раза сменяют.
306. При заливке в целлоидин материала, фиксированного по Буэну,
часто обнаруживается, что даже после длительного пребывания в растворе
целлоидина ^препараты пропитываются неполностью и при резке крошатся.
Больцек (1930) для устранения этого недостатка после 96-градусного
кедрового масла 10 см3, абсолютного спирта 80 см3, ориганового масла 20 см3,
азотной кислоты 10 см3. После этого объекты снова помещают на 24—48 час
в 96-градусный спирт, который 2—3 раза сменяют. Далее поступают, как
обычно при целлоидиновой заливке. После такой обработки препараты
хорошо режутся и не крошатся. По Больцеку, крошение связано с
образованием пикрата калия, который препятствует проникновению целлоидина;
масляная смесь, содержащая азотную кислоту, растворяет и удаляет его.
Сказанное применимо, как показал мой опыт, также и для модификаций
жидкости Буэна и для различных способов целлоидиновой заливки.
307. Ланжерон упростил приготовление жидкости Буэна, растворяя
пикриновую кислоту в разбавленном формалине (40-процентного формалина
1 часть, дестиллированной воды 3 части, пикриновая кислота в избытке).
К 100 еле3 этого стойкого основного раствора прибавляют незадолго до
употребления 5 см3 ледяной уксусной кислоты.
308. Одна из предложенных Дюбоск-Бразилем модификаций благодаря
содержанию в ней спирта особенно пригодна для фиксации труднопропиты-
ваемых объектов, например членистоногих. Приготовление:
80-градусного спирта 150 см3, пикриновой кислоты 1 г. Непосредственно перед
употреблением прибавляют 60 см3 формалина (40-процентного) и 15 см3
ледяной уксусной кислоты. После фиксации объект переносят сразу в
90-градусный спирт.
309. Голланд (1918) получал повышенную концентрацию пикриновой
кислоты, добавляя нейтральную уксуснокислую медь. Этот раствор сохраняет
также пептоны и липоиды. Приготовление: в ступке растворяют 2,5 г
нейтрального, ацетата меди в 100 см3 дестиллированной воды и затем
постепенно прибавляют 4 а пикриновой кислоты. После растворения фильтруют.
К фильтрату прибавляют 10 см3 формалина и 1 см3 ледяной уксусной кислоты.
Раствор устойчив. Продолжительность фиксации 3 дня, затем 24 часа
промывают в трижды сменяемой дестиллированной воде и далее спирты
возрастающей крепости.
310. Е. Аллен (1916) рекомендует следующую модификацию жидкости
Буэна, обозначаемую как Б15: насыщенного водного раствора пикриновой
спирта
следующую масляную смесь:
МОДИФИКАЦИЯ ЖИДКОСТИ БУЭНА

Фиксация гистологических препаратов
73
кислоты 75 еле8, химически чистого формалина 25 см3, ледяной уксусной
кислоты 5 см3. Эту смесь нагревают в закрытом сосуде до 38°; затем при
взбалтывании прибавляют 1,5 г тёмнокрасных кристаллов хромовой кислоты^
а после их растворения—2 г кристаллической мочевины.
Полученная жидкость должна быть темнокоричневой, но совершенно
прозрачной. Муть или образование беловатого осадка указывают на
загрязненность употребленного формалина или хромовой кислоты. Чистота химикалий
крайне важна для качества жидкости. Жидкость должна приготовляться
лишь перед самым употреблением. Через 1 час она становится зеленоватой»
тогда она фиксирует хуже.
Фиксируют при 37—38°. Объем одного кусочка не должен превышать
0,5 см3. Продолжительность не более 2 час. (более длительное действие
фиксатора вредно, так как ткань при этом плохо режется). Затем переносят и
жидкость Буэна или сразу промывают в 70-градусном спирте. См. также 2175.
По Мак-Клунгу, Б15 является лучшей фиксирующей жидкостью,
особенно для хромосом.
Модификация Краллингера (см. 943). О прибавлении мочевины см. 942.
311. Смесь, названная Алленом PFA8, состоит из насыщенного водного-
раствора пикриновой кислоты 75 частей, формалина 15 частей,' ледяной
уксусной кислоты 10 частей, мочевины 1 часть. Препараты в ней можно
оставлять на долгое время, не опасаясь перефиксирования.
312. Пикрин—серная кислота, по Клейненбергу, составляется следующим
образом: к 100 см3 насыщенного водного раствора пикриновой кислоты
прибавляют 2 см3 концентрированной серной кислоты; при этом образуется
обильный осадок. Через 24 часа он отфильтровывается и фильтрат разбавляют
тройным объемом воды. Фиксируют маленькие кусочки, по возможности не толще*-
0,5 см, около 3—6 час. Жидкость проникает быстро. Промывка в
70-градусном спирте. Для органов с сильно развитой соединительной тканью жидкость
неприменима, так как серная кислота вызывает сильное набухание-
последней. В объектах, содержащих кальций, легко образуется трудноудаляе-
мый осадок гипса.
313. Пикрин—азотная кислота, по П. Майеру, лишена этого недостатка^
100 см3 дестиллированной воды, 5 см3 азотной кислоты (уд. вес 1,153), к этому
прибавляется пикриновая кислота до насыщения. Через некоторое время
отфильтровывают постепенно образующийся осадок. Фильтрат готов к
употреблению без дальнейшего разбавления. Употребление см. 312. Обе
жидкости особенно пригодны для фиксации членистоногих, так как хорошо
проникают через хитин. В большинстве других случаев целесообразнее заменять
их жидкостью Буэна.
314. Пикрин—сулема (Рабль, 1894). 100 см3 насыщенного водного раствора
пикриновой кислоты, 100 см3 насыщенного водного раствора сулемы, 200 см3
дестиллированной воды. Фиксация 12 час; после этого 2 часа.в воде (лучше
избегать—Ромейс), далее в спирты, сперва в слабые, затем возрастающих
концентраций так, чтобы препарат уже через 24 часа лежал в крепком 80—
90-градусном спирте. К абсолютному спирту прибавляется йодная настойка.
Этот способ рекомендовался Раблем для зародышевых дисков и особенно»
для более поздних эмбрионов. Для тканей и органов Шаффер (1896)
рекомендует применять этот раствор в неразведенном виде (т. е. раствор равных
количеств пикриновой кислоты и сулемы); фиксация 12—48 час. Затем—прямо
в 70—80-градусный спирт, к которому прибавляется йодная настойка и
углекислый литий для удаления сулемы и пикриновой кислоты.
315. Смесь Михаэлиса: к вышеприведенной смеси Рабля добавляется еще-
5 см3 ледяной уксусной кислоты.
316. Пикриновокислые смеси с осмиевой кислотой, хлористой платиной,,
сулемой и т. д. очень мало употребительны. Об их составе см. фом Рат (1895^

74
Глава IV
Хлористая платина
317. Хлористая платина рекомендована К. Раблем (1885) для фиксации
^роматиновых и ахроматиновых фигур в растворе 1 : 300.
По исследованиям Теллезницкого, водный раствор хлористой платины
проникает в ткань за 4 часа лишь на доли миллиметра; он относится,
таким образом, к наиболее плохо диффундирующим и фиксирующим
жидкостям.
318. Смесь хлористой платины с сулемой лучше (К. Рабль, 1894):
1-процентного водного раствора хлористой платины 10,0; насыщенного водного
раствора сулемы 10,0; дестиллированной воды 20,0. Употребляется, как
пикриновая кислота с сулемой, см. 314. Необходимо большое количество
фиксирующей жидкости. Смешивать лишь непосредственно перед
употреблением! Раблем особенно рекомендуется для эмбрионов. Продолжительность
фиксации 24 часа; затем промывка в воде.
319. Хлористая платина с хромовой кислотой (смесь Меркеля): хлористой
платины 1 г, хромовой кислоты 1 г и 800 см3 воды. Продолжительность
фиксации несколько дней. Промывка в 50—70-градусном спирте.
О смеси хлористая платина—осмиевая кислота—уксусная кислота (смесь
Германа) см. 293.
Азотная кислота
. 320. Фиксация в чистой азотной кислоте (обычно 2 см3 азотной кислоты
с удельным весом 1,40 и дестиллированной воды до 100 см3). Промывка в
70-градусном .спирте (не в воде) не рекомендуется. Клеточные структуры
сохраняются лишь частично, так что цитоплазма имеет вид выщелоченной:
Ядра и глыбки хроматина принимают часто характерный пузырчатый вид.
Использование азотной кислоты целесообразно лишь в редких, случаях,
например при молибденовом способе Бете, когда для изолированного
выявления нёйрофибрйлл стремятся выщелочить протоплазму (см. 1782).
Указания на разведение азотной кислоты в литературе во многих случаях
бывают неточными, так как часто забывают привести удельный вес кислоты:
Указания в настоящей книге, если нет оговорок, относятся к химически
чистой азотной кислоте (уд. вес 1,400), содержащей 65,3% HNOs. Так
называемая аптечная азотная кислота имеет уд. вес 1,153 и лишь 24,8% HNOs.
Азотнокислые смеси
321. Значительно лучше, чем чистая азотная кислота, фиксирует смесь
•формалин—азотная кислота. Она особенно рекомендуется для снятия оболочек
яиц, для удаления поверхностного белка у зародышевых дисков и т. п.
Целесообразна еще дополнительная фиксация смесью формалин—сулема.
Состав: формалина (1 : 9) 3 части, азотной кислоты (10-процентной)
1 часть.
322. По Перени: 10-процентной азотной кислоты 40 см3, абсолютного
спирта 30 см3, 0,5-процентного водного раствора хромовой кислоты 30 см3.
Продолжительность фиксации для кусочков толщиной в 3—4 мм 3—5 час.
Последующая обработка: 70-градусный спирт и т. д. Эта смесь вряд ли может
быть рекомендована (данные П. Майера и собственный опыт).
О смеси Жильсона см. 340, по П. Майеру (пикрин—азотная кислота),
см. 313, по Петрункевичу см. 341.
Сулема
323. Сулема (двухлористая ртуть, Hydrargyrum bichloratum) была введе^
на в технику фиксации Лангом (1878). Сулема, особенно в смеси с хромовыми
солями, уксусной кислотой, формалином или трихлоруксусной кислотой*.

Фиксация гистологических препаратов
относится к наиболее употребительным фиксирующим агентам. Применение
сулемы в чистом виде вызывает сильные сжатия, главным образом, в
протоплазме, в меньшей степени—в ядрах. Она оказывает сильное осаждающее
действие на белки и вначале хорошо проникает в глубину* однако вскоре
дальнейшее ее проникновение сильно замедляется образующейся осадочной
пленкой. Липоиды и т. п. сулемой не фиксируются.
При работах с жидкостями, содержащими сулему, нужно избегать
употребления обычных металлических инструментов, так как это вызывает
появление осадков. Поэтому пользуются инструментами из стекла, дерева или
рога. 'Металлические инструменты* на которые попала сулема, следует
•сразу же вычистить.
Окрашиваемость объектов, фиксированных в сулеме или в жидкостях,
содержащих сулему, при большинстве методов хорошая.
324. Для приготовления насыщенного водного раствора в 2-литровой
колбе нагревают до кппенпя 1000 см3 дестиллированной воды; огонь удаляют,
прибавляют 60 г сулемы (добавлять осторожно, сильно вскипает!), время от
времени побалтывают и дают остыть. Прп этом на дне чсосуда оседает
несколько белых игл кристаллов.
^оП. Майеру, растворы в чистой дестиллированной воде неограниченно
долго устойчивы. Рекомендуемое многими авторами для повышения
устойчивости прибавление поваренной соли излишне:
325. Способ употребления. Для фиксации берут объекты, толщина
которых не должна превышать 3—4 мм, и помещают обыкновенно в насыщенный
водный раствор. По М. Гейденгайну (1917), лучше разводить насыщенный
раствор вдвое, так как происходящее при употреблении такого* раствора
сжатие меньше, чем под действием насыщенных растворов.
Продолжительность фиксации варьирует в зависимости оу величины
объекта. Для совсем мелких объектов (простейшие, тонкие оболочки и т. п.)
достаточно уже нескольких минут; кусочки толщиной 1 мм фиксируются
обычно 0,5—1 час, толщиной в Змм—около 3—4 час. Как только объекты
профилированы (что определяется по равномерной беловатой окраске поперечного
среза), их следует извлечь из фиксирующей жидкости.
Последующая обработка: объекты, фиксированные
сулемой, обычно не промываются водой, так как продукты выпадения частично
растворимы в воде. Поэтому из фиксирующей жидкости их переносят прямо
в 70-градусный спирт, в котором сулема легче растворима, чем в воде.
326. Осадки сулемы. При фиксации в сулеме или в жидкостях, содержащих
сулему, в препаратах обычно образуются кристаллические или аморфные
осадки, которые подчас сильно мешают изучению микроскопического
препарата. По П. Майеру (1918), они состоят частью из металлической ртути, частью
из каломели. Эти осадки давали повод к различным ложным
толкованиям.
327. Для удаления так называемых осадков сулемы лучше всего к 70—
80-градусному спирту, служащему для промывки, црибавлять сразу же
после фиксации несколько капель спиртового иод—иодкалиёвого раствора (иода
2 г, йодистого калия 3 г; 90-градусного спирта 100 см3) до цвета коньяка
(П. Майер, 1887). Можно употреблять и спиртовую йодную настойку (10 г
иода на 100 см3 96-градусного спирта); в последнем случае, однако, иногда
образуется немного красной йодистой ртути, которая остается нерастворен-
ной; в йодистом,же калии она растворима (П. Майер, 1918а).
Удаление осадков сулемы можно производить и на срезах, однако Шпу-
лер (1909) советует делать это еще на кусочках после фиксации. Обычно
после этого бывает необходимо еще раз недолго обрабатывать иодированные
спиртом и срезы, так как йодирования кусо^ов обычно недостаточно для
удаления всех сулемовых осадков.

76
Глава IV
Нужно • учитывать, что иод, йодистый калий и иод в йодистом калии
могут растворять и часть свернувшихся под влиянием сулемы веществ.
Таким образом обработку иодом не нужнр затягивать дольше, чем это
необходимо для устранения осадков. .
328. Удаление иода. Так как иод для большинства окрасок, особенно*
анилиновых, очень вреден, то и его, в свою очередь, нужно полностью удалить.
М. Гейденгайн (1908а) для этого рекомендует обесцвечивать срезы
иодированного материала в течение нескольких минут в 0,25-процентном растворе
гипосульфита, который приготовляют путем разведения основного
2,5-процентного раствора. (Разведенный раствор часто возобновлять!) Шпулер (1910)»
производит удаление иода уже в куске.
Крепкие растворы гипосульфита (выше 1%) могут легко приводить,
к набуханию тонких клеточных структур (например, хромосом; Беляр, 1928).
329. Многие авторы для приготовления насыщенного раствора. сулемы
употребляют вместо дестиллированной воды физиологический раствор
поваренной соли. Штельтцнер рекомендует насыщенный сулемой 4,5-процентный
раствор тростникового сахара в качестве фиксирующей жидкости, изотоничной
для теплокровных, в которой объем органов остается почти неизмененным.
Это, однако, справедливо лишь до тех пор, пока органы находятся в
фиксирующей жидкости. При последующей обработке спиртом и т. д. наступают
такие же изменения объема, как и при других фиксирующих жидкостях
(см. также 202).
СУЛЕМОВЫЕ СМЕСИ
330. Со спиртом (по Апати): сулемы 3—4 а, поваренной соли 0,5 г,
50-процентного спирта 100 см8. Продолжительность фиксации 12—24 часа.
Последующая обработка: 70-процентный спирт и т. д.
Шаудинн разбавляет 2 части концентрированного водного раствора
сулемы с 1 частью асболютного спирта и фиксирует, нагревая до 60—70°.
331. С ледяной уксусной, кислотой (по Ланеу): насыщенного водного
раствора сулемы 100 см8, ледяной уксусной кислоты 5—10 см8.
Продолжительность фиксации 0,5—6 час; при более крупных кусочках рекомендуется
дополнительная фиксация в чистом растворе сулемы. Последующая обработка:
70-градусный спирт и т. д. Сулема с уксусной кислотой дает хорошие
результаты, особенно при изучении ядер, эмбриональных тканей и органов, бедных
соединительной тканью (например, семенников, желез).
332. С формалином (по М. Гейденгайну): сулемы 4,5 г, поваренной соли
0,5 г, дестиллированной воды 80 см8, формалина 20 см8; если исходят нз
насыщенного водного раствора: раствора сулемы 40 см8, дестиллированной
воды 40 см8, формалина.20 см8. Продолжительность фиксации 2—24 часа.
Последующая обработка: 70-градусный спирт,и т. д. Сулема с формалином
очень хороша и для фиксации органов, богатых соединительной тканью.
Протоплазма в ней сохраняется лучше, чем в чистой сулеме.
333. С формалином и ледяной уксусной кислотой (по Штиве): насыщенного'
водного раствора сулемы 76 см8, формалина 20 см8, ледяной уксусной кислоты
4 см8. Смесь фиксирует очень хорошо. Как показал мой опыт, она
принадлежит к наиболее быстро проникающим смесям, так что ею хорошо фиксируются
и более крупные препараты (например, целые человеческие яичники, куски
матки). Последующая обработка: перенос в 90-градусный спирт.
334. По Ворчестеру: формалина (10 : 90), насыщенного сулемой, 9 частей,,
ледяной уксусной кислоты 1 часть.
335. чСупиформейс», по Пфулю (1932): насыщенного раствора сулемы
40 см8, насыщенного раствора пикриновой кислоты 40 см8, формалина
(40-процентного) 20 см8, ледяной уксусной кислоты 5 см8. Продолжительность
фиксации около 12 час. ,

Фиксация гистологических препаратов
77
336. С бихроматом калия (особенно употребительна в виде жидкости
Ценкера): жидкости Мюллера 100 см3, сулемы 5 г; к этому непосредственно
перед употреблением прибавляют 5 см3 ледяной уксусной кислоты.
Состав жидкости Мюллера: бихромата калия 2,5 г,
сернокислого натрия 1 а, дестиллированной воды 100 см3. Вместо жидкости
Мюллера можно с тем же результатом использовать и чистый 2,5—3-процент-
йый раствор бихромата калия (см. также 337 и 338).
Продолжительность фиксации в зависимости от величины кусочка 1—
24 часа. Толщина кусочков по возможности не должна превышать 5 мм.
По следующая обработка: основательная промывка в обычной
воде до тех пор, пока вода не станет бесцветной (около 24 час), спирты
возрастающей крепости с прибавлением иода (см, 327) и т. д. Жидкость Ценкера
проникает довольно быстро и фиксирует очень хорошо. Она, как и
приводимая ниже модификация Гелли, очень рекомендуется для обзорных
препаратов. Способность окрашиваться после обеих фиксаций в отношении
большинства методов очень хорошая (см. также Мерсье, 1894, и Шпулер, 1910).
337. Жидкость Гелли. Гелли к исходному раствору Ценкера прибавляет
непосредственно перед употреблением вместо формалина 5 см3 ледяной
уксусной кислоты. Продолжительность фиксации 1—6 час. Этот срок не следует
превышать, особенно при гематологических исследованиях. Поэтому берут
небольшие кусочки (толщиной 2—4 мм). При более длительном действии
(1—2 дня) удается выявить и митохондрии. Клетки крови и их зернистость
сохраняются в жидкости Гелли, как и в указанной ниже жидкости Максимова,
еще лучше, чем в жидкости Ценкера.
335. Максимов (1909) прибавляет к 100 см3 исходного раствора Ценкера
10 см3 формалина (таким образом, всего берется бихромата калия 2,5 а,
сернокислого натрия 1 а, сулемы 5 а, воды 100 см3, формалина 10 см3).
Продолжительность фиксации 1—6 час Во многих случаях, по Максимову,
рекомендуется к указанному раствору жидкости Ценкера с формалином прибавить еще
40 см3 2-процентного раствора осмиевой кислоты. Время фиксации при этом
может быть увеличено до 24 час. и более. Срезы окрашиваются хорошо.
Жир осмируется. После фиксации в обоих случаях основательная промывка
в обычной воде (24 часа).
339. Преимущество фиксации по 337 или 338 проявляется лищь в том
случае, когда препараты после этого заливают в целлоидин или целлодин—
парафин (см. 464 или 466). При заливке в парафин часто происходит
значительное сжатие.
340. С азотной кислотой. По Жильсону: сулемы 20 а, 60-градусного
спирта 100 см3, дестиллированной воды 880 см3, азотной кислоты
(уд. вес. 1,456) 15 см3, ледяной уксусной кислоты 4 см3. Продолжительность
фиксации 1,5—6 час. (в зависимости от величины). Последующая
обработка: 70-градусный спирт и т. д. Смесь проникает очень быстро. Она
особенно . употребительна для беспозвоночных (членистоногие).
341. По Петрункевичу: дестиллированной воды 300 см3, абсолютного
спирта 200 см3, рдяной уксусной кислоты 90 см3, азотной кислоты 10 см3,
сулемы до насыщения (около 20 а). Употребление см. 340.
Сулемовые смеси с трихлоруксусной кислотой см. 344—347.
Сульфосалициловая кислота
342. Сульфосалициловая кислота была рекомендована- для фиксации
'Санномия (1926) или в 5-процентном водном растворе или, лучше, в сочетании
со спиртом и ледяной уксусной кислотой: абсолютного спирта 100 см3, суль-
фосалициловой кислоты 3 а, ледяной уксусной кислоты 5 см3. Спиртовая смесь
приготовляется непосредственно перед употреблением. Кусочки толщиной

78 . F лава IV
2—3 мм оказываются в ней профилированными примерно через 3 часа.
Затем они переносятся прямо в абсолютный спирт.
Санномия (1926) указывает на следующие преимущества сульфосалицилот
йой кислоты: сильное осаждающее действие, нерастворимость в воде
осажденных белков, консервирование гликогенов и липоидов; последние при фиксации
в водных растворах становятся так же трудно растворимыми, как в формалине-
или бихромате калия. Диффузионная способность 5-процентного водного
раствора стоит между таковой 5-процентной сулемы и 5-процентной трйхлорук-
сусной кислоты. Сжимающее действие спиртового компонента фиксирующей
смеси уничтожается прибавленпем сульфосалициловой кислоты (но не
сжатие, наступающее при последующей обработке). Края кусочков кишечника
и т. п. заворачиваются в ней кнаружи. Консистенция препарата такая же,
как при формалиновой фиксации. У ганглиозных клеток щели, связанные-
с процессом сжатия, не появляются. Мерцательные волоски, бокаловидные
клетки, зернышки зимогена в железистых клетках,1 миофибриллы и т. п.
фиксируются очень хорошо. Окрашиваемость фиксированных
сульфосалициловой кислотой препаратов хорошая. Шиллер (1930) считает недостатком
сульфосалициловой кислоты то, что она разрушает кислые белки (нуклеины).
Поэтому зафиксированные ею ткани при окрашивании метиловым зеленым—
пиронином не дают зеленой окраски ядер. Напротив, структуры из основных
белков фиксируются очень хорошо.
Трихлоруксусная кислота
343. Трихлоруксусная кислота введена в технику фиксаций Гольмгреном
и Гейденгайном (1905b). Она употребляется в 5—10-процентном водном
растворе. Продолжительность фиксации кусочков толщиной 1 мм—0,5—1 час,
3 мм—4 часа, 6 лш—12—24 часа. Последующая обработка: прямой перенос
в 96-градусный спирт; последний для удаления кислоты нужно сменить в
течение 24 час. несколько раз. Воду и-более слабый спирт следует избегать,
так как в них очень сильно набухает соединительная ткань.
Фиксирующая жидкость проникает быстро и фиксирует хорошо.
Особенное преимущество этой жидкости состоит в ее сильном декальцинирующем
действии (см. также 1619).
Кристаллы трихлоруксусной кислоты должны храниться в хорошо
закрывающейся склянке с притертой пробкой, так как на воздухе они расплываются..
ТРИХЛОРУКСУСНОКИСЛЫЕ СМЕСИ
344. По Гейденгайну (1916): сулемы4,5г, поваренной соли 0,5 г,
дестиллированной воды 80 см3, трихлоруксусной кислоты 2 г, ледяной уксусной
кислоты 4 см3, формалина 20 см3. Продолжительность фиксации, в зависимости
от величины объекта, 1—24 часа. Сразу после фиксации переносят в
многократно сменяемый 90-градусный спирт. Эта быстро проникающая смесь,
называемая «суза», дает прекрасные результаты; окрашиваемость ткани очень
хорошая.
345. Старая смесьТейденгайна, называемая «субтриэ», состоит из
насыщенного водного раствора сулемы 100 см3, трихлоруксусной кислоты 2 ег
ледяной уксусной кислоты 1 см3. Употребление см. 344.
346. Ромейс (1918) фиксирует в смеси насыщенного водного раствора
сулемы 25 см3; 5-процентной трихлоруксусной кислоты 20 см3; формалина
5 еле3. Маленькие кусочки переносят через 1—2, более крупные—через 3—
24 часа в 80—90-градусный спирт* который несколько раз сменяют. Жидкость
проникает быстро и фиксирует хорошо. Даже богатые водрй объекты,
например головастики лягушки, очень хорошо сохраняют свою форму.

Фиксация гистологических препаратов
9Q
Как показали исследования Ифуля (1931). предлагаемая смесь, так-же
как и приведенная в 344, особенно пригодна для фиксации прижизненных
окрасок трипановым синим.
347. Смесь, предложенная Штиве, под названием «трипиформа», состоит
из насыщенного водного раствора пикриновой кислоты 140 см?, 5-процентной
водной трихлоруксусной кислоты 10 см3, формалина 10 см3. Употребление
см. 344.
Уранилацетат и уранилсульфат
348. По исследованиям Шиллера (1930), уранилацетат и уранилсульфат
в сильных разведениях могут быть хорошими фиксирующими агентами.
Указанная Теллезницким плохая диффузионная способность уранилацетата
объясняется употреблением слишком концентрированных растворов, которые,
кроме того, вызывают еще и сильное сжатие. Этот недостаток, присущий
также смесям, предложенным Фриденталем и Поллем, отпадает при
соответствующем разбавлении и в соответствующих комбинациях. Из
многочисленных фиксирующих смесей, составленных и испытанных Шиллером,
приводим следующие растворы, особенно рекомендованные автором.
Раствор 131: насыщенного водного раствора уранилацетата 1 еле3,,
насыщенного водного раствора сулемы 1 см3, основного раствора 25 см3,
дестиллированной воды до 100 см3.
Основной раствор: 8 частей бихромата калия, 4 части уксуснокислой
магнезии, воды до 100 см3.
Раствор 172: тот же состав, но с тем отличием, что вместо раствора
уранилацетата берется приготовленный на физиологическом растворе
поваренной соли 4-процентный рас*вор у ранил сульфата; по Шиллеру, он фиксирует
лучше, чем ацетат.
Отдельные устойчивые сами по себе компоненты смесей следует
смешивать лишь перед употреблением, так как готовые смеси быстро портятся.
Продолжительность фиксации 12—24 часа; затем промывают 2—3 часа
в цроточной воде и обезвоживают в спиртах возрастающей крепости.
349. Для приготовления анатомических препаратов растворы
уранилацетата и уранилсульфата без примесей имеют то преимущество, что они хорошо
фиксируют, но не уплотняют. Ткани остаются при этом мягкими и сохраняют
свою естественную консистенцию, характерную для свежего состояния.
Подобные препараты, однако, не должны слишком долго находиться в воде, так как
они могут еще набухать. Уплотнение целесообразно начинать в сильно
разведенном спирту, концентрацию которого постепенно повышают.
Фиксация высушиванием на холоду
350. Альтман (1894) рекомендует мелкие кусочки органов полностью
высушивать в вакууме над серной кислотой при температуре около —25°.
В вакууме же сразу, пропитывать их царафином. По' Альтману, при этом,
наряду с отличным состоянием структур, сохраняется и естественная
реакционная способность тканей. Трудность применения этого метода состоит
в том, что в течение многих дней, пока длится процесс высушивания,
необходимо предотвращать поднятие температуры выше—15°, так как в противном
случае наступает сжатие.
351. Этот метод не так давно был значительно улучшен Гершем (1932).
Кусочек органа сразу после взятия помещают в жидкий воздух. После
быстрого промораживания кусочек переносят в камеру для высушивания,
охлажденную до —20°. Камеру быстро эвакуируют масляным и ртутным насосом
до 0,0001 мм рт. ст. (после испарения воды до 0,0001 мм). При этих условиях
препарат через 12 час. полностью высыхает. Затем он может быть в течение

Глава IV
5—10 мин, залит в вакууме в парафин. Возможна и обычйая заливка
в парафин или целлоидин. Для подробностей отсылаем к обстоятельному
изложению Герша.
Аппаратура Герша была улучшена Скоттом и Уильямсом (1936). Аппарат,
•сделанный целиком из металла, значительно упрощает работу (см. также
Хёрр, 1936).
Упрощенный способ Гакмана (1942). Кусочки тканей
размером около 10x15x5 мм, взятые сразу же после умерщвления
животного, помещают в фарфоровую чашку с эфиром. Затем небольшими порциями
прибавляют твердую углекислоту до тех пор, пока не прекратится очень
бурное вначале образование газа и пока не начнет образовываться осадок
углекислоты. Кусочки органов в короткий срок замораживаются до полного
затвердения. В этом состоянии их быстро переносят пинцетом на несколько
слоев марли в плотно закрывающийся эксикатор, заполненный серной
кислотой или фосфорнокислым ангидридом; в эксикаторе создается сильное
разрежение. При достаточном вакууме охлаждение при испарении предохраняет
ткань от оттаивания. При высокой температуре в помещении целесообразно ,
поставить эксикатор на холод. В зависимости от величины кусочков
высушивание продолжается в течение нескольких часов. При правильном
высушивании, форма, величина, а часто и окраска остаются неизменными. Если на- ,
ступает сжатие, то это указывает на преждевременное оттаивание, которого
необходимо избегать с момента замораживания до конца высушивания.
Сжавшийся материал не годен. Эксикатор можно открыть только после того, как
температура в нем сравняется с комнатной, иначе кусочки покроются влагой.
Затем кусочки кладут сразу на 2—4 часа в бензол (1 раз сменить). Затем их
помещают в бензол—парафин; мягкий и твердый парафин; заливка. Если
изучаются растворимые в воде вещества, то приклеивать срезы нужно сухим
способом (см. 544).
352. При микрохимических исследованиях следует учитывать, что
распределение растворимых солей, повидимому, и при этом методе не остается
^ез изменения вследствие действия на протоплазму и ее компоненты
образующегося льда (Чемберс и Гале, 1932, Скотт, 1934),

Глава V
ПОСЛЕДУЮЩАЯ ОБРАБОТКА ФИКСИРОВАННЫХ
ПРЕПАРАТОВ
УПРОЩЕННЫЕ СПОСОБЫ
353. Диоксановый мепгод. Введенный в микроскопическую технику Грауп-
яером и Вейсбергером (1931) дпоксан позволяет переносить препарат прямо
из фиксирующей жидкости в дпоксан и пз него в дпоксан—парафин и парафин.
Этим избегают применения ряда спиртов и промежуточных обработок. Метод
(при соблюдении соответствующих предосторожностей) дает хорошие
результаты и может быть вполне рекомендован за его простоту и достигаемую при
этом экономию времени (см. 354). Препараты—проводят через 3—4 порции
диоксана; при этом дно сосуда покрывают слоем негашеной извести (СаО),
которая отнимает воду (соответственно спирт), переходящую в диоксан из
препарата. Препарат помещают на цинковую сетку или на тонкопористое
фарфоровое сито, подвешенное в верхнем слое жидкости. После полного
пропитывания диоксаном объект переносят в диоксан—парафин, который
приготовляется смешением равных частей расплавленного парафина (точка
плавления 56—58°) и диоксана. Смесь ставят в хорошо закрытой (!) склянке с
притертой пробкой в термостат при 58°, так как при комнатной, температуре
она затвердевает. Здесь препарат остается 1—2 часа, а затем его переносят
в чистый парафин. Дальнейшая обработка, как в 419.
В качестве сосуда рекомендую склянку, описанную ниже (см. 367).
354. При работе с диоксаном нужно учитывать, что он очень огнеопасен
и что его пары весьма вредны для здоровья. Поэтому все сосуды с диоксаном
должны быть закрыты хорошо притертыми стеклянными пробками.
Диоксан—яд, сильно действующий на печень и почки. Заболевание
начинается болями в спине и рвотой и в тяжелых случаях приводит к смерти.
в течение 5—8 дней при явлениях анурии. Диоксан воспринимается
организмом не только с вдыхаемым воздухом, но и через совершенно неповрежден--
ную кожу. Губер (1942), с большой убедительностью указавший на опасность
диоксана, дает следующие весьма важные указания:
а. Нельзя работать с дпоксаном в жилом помещении.
б. Рабочее помещение должно хорошо вентилироваться.
в. Диоксан должен употребляться лишь в стеклянных сосудах с
совершенно плотно притертой стеклянной пробкой! Смену жидкости нужно
.производить только при открытом окне или под тягой. Избегать вдыхания, даров!
Не расплескивать жидкость! Оберегать пальцы и руки! Пользоваться
пинцетами и шпателями! Не делать замороженных срезов с диоксаном!
а. Термостат для парафина должен быть герметичен или соединен
широкой трубкой с печной или вентиляционной трубкой с хорошей тягой. Еслц это
невозможно, то чашки с диоксан—парафином и первые порции с чистым
парафином нужно ставить в подходящий крупный сосуд с совершенно плотной
пришлифовкой крышки.
355. Диоксан (или диэтилендиоксид) представляет собой прозрачную
бесцветную жидкость с точкой кипения 101° (уд. вес 1,040). Он смешивается
в любых отношениях с водой, метиловым, этиловым и пропиловым спиртом,
6 Б. Ромейс

82
Глава V
а также с расплавленным парафином. Жир, масла, смолы, каучук, хлористое
железо, иод, пикриновая кислота, сулема, гематоксилин и жировые красители
растворяются в диоксане. Большинство каменноугольных красителей,
нерастворимых в безводном диоксане, растворяется в присутствии воды, как,
например, анилиновый голубой, эозин, световой зеленый, метиленовый синий,
сафранин, кислый фуксин. Для удаления возможных следов воды на дно
сосуда для хранения диоксана целесообразно поместить слой негашеной
извести (СаО).
356. Препараты из воды, формалина, из спирта любых концентраций,'
равно как из ряда фиксирующих жидкостей, можно переносить прямо в диок-
сан. Так, например, возможен непосредственный перенос из формалина
спирт—формалина, сулема—формалина, далее пз жидкостей Карнуа, Буэна,
Гейденгайна («суза»), Штиве. После фиксации в ^жидкостях, содержащих
сулему, можно для удаления сулемы прибавлять к диоксану иод. В общем
рекомендуется после фиксации в жидкостях, содержащих воду, помещать
препараты сперва в 70—80-градусный спирт и лишь потом переносить их в дйо-
ксан. После же фиксации в крепких спиртовых жидкостях препарат перецодят
сразу в диоксан. После фиксации в жидкостях, содержащих хром,—промывка
в воде необходима, так как хромовые соли в диоксане нерастворимы.
Продолжительность выдерживания в диоксане зависит от величины
объекта. Обычно достаточно 24 час. Маленькие же кусочки толщиной 1—
2 мм обезвоживаются и пропитываются уже через 3—6 час. Сохранность
црепаратов при тщательной обработке диоксаном очень хорошая. При
непосредственном переносе из жидкости Буэна в диоксан я обнаружил лишь
немногим более сильное сжатие, чем при заливке в метилбензоат—целлоидин
(см. 392), а при проведении через 80-градусный спирт даже еще несколько
меньшее. Диоксан не нарушает способности к окраске.
В общем же я предпочитаю, особенно для органов, богатых
соединительной тканью, заливку через метилбензоат—-целлоидин. Я наблюдал также, что
срезы при последнем способе заливки легче расправляются, чем при
непосредственной диоксановой обработке.
357. В подходящих случаях диоксан можно прибавлять уже к
фиксирующей жидкости. Смесь, содержащую воду, составляют, например, из
насыщенного водного раствора пикриновой кислоты 5 частей, ледяной уксусной
кислоты 1 часть, диоксана 4 части. Безводные смеси: насыщенного раствора
пикриновой кислоты в диоксЬне 4 части, ледяной уксусной кислоты 1 часть,
абсолютного спирта 4 части; или: диоксана 6 частей, хлороформа 2 части,
ледяной уксусной кислоты 1 часть. Продолжительность фиксации (при толщине
кусочков около 3 мм) 1—2 часа, затем прямо в диоксан и т. д. (Мак-Клунг,
1937). Быстрые методы вызывают довольно сильное сжатие и.применимы
главным образом для быстрых диагнозов.
358. Укорочение последующей обработки возможно также при
применении бутилового или изобутилового спирта. В этом случае препараты после
промывки из 50-градусного или более крепкого этилового спирта (не изводы!)
помещают в бутиловый спирт или в промежуточные смеси обоих спиртов
(в каждой 1—2 часа). После 24-часового пребывания в абсолютном бутиловом
спирте кладут сначала в бутиловый спирт, насыщенный парафином на холоду,
потом в насыщенный в тепле и наконец в чистый парафин; здесь их оставляют
на 24 часа (Мак-Клунг, 1937).
359. Если оставить в стороне приведенные выше способы, то
фиксированный препарат, должен при последующей обработке пройти через ряд
жидкостей, прежде чем он станет, годным для заливки в парафин или целлоидин.
В этом процессе последующей обработки следует различать промывку,
обезвоживание и пропитывание. В некоторых случаях промывке предшествует
пропитывание нейтральной солью во избежание набухания (см., например,

Последующая обработка фиксированных препаратов 83
238) или импрегнация какими-либо солями металлов для воздействия на
окрашиваемость (протрава, см., например, 1780). При всех этих процессах
может происходить потеря вещества.
ПРОМЫВКА
360. В зависимости от способа фиксации промывка производится водой
или спиртом различных концентраций. После фиксации в Жидкостях,
содержащих хром или осмий, употребляют обычно воду, после смесей с пикриновой
кислотой—чаще 70—80-градусный спирт, после смесей, лишенных хрома, но
содержащих сулему или трихлоруксусную кислоту—90—96-градусный спирт.
Точные указания на характер последующей обрат
ботки приведены в предыдущем отделе при
отдельных фиксирующих жидкостях.
361. Промывку в обычной воде проще всего
производить в предложенных Фэйрчайльдом (1896)
фарфоровых ситах. Их закрывают большими
корковыми пробками, и поэтому они держатся,
плавая на воде (см. рис. 1). Рекомендуется иметь в за-
пасе^несколько фарфоровых сит разных размеров
и с порами различной величины. После помещения
препарата фарфоровые сита оставляют плавать
в сосуде, поставленном под струю проточной воды.
Чтобы гарантировать равномерное промывание, уРис. 1. Сито для промывки
следует класть в фарфоровое сито не слишком объекта ^ воде по Фэир-
много препаратов и время от времени их слегка чаильду.
встряхивать. Перенос мелких объектов из одной жидкости в другую лучше
всего производить с помощью пипетки с широким отверстием, снабженной
резиновым колпачком. Употребление проточной воды не всегда необходимо;
можно пускать плавать сита и в стоячую воду. В этом случае вода сменяется
в течение 24 час. примерно 10—12 раз.
В случае необходимости ситам дают плавать не в обычной, а в
дестиллированной воде, в растворах нейтральных солей и т. д.
После того как я с течением времени испробовал самые различные
приспособления, мне кажется, что промывка с помощью фарфоровых сит Фэйр-
чайльда является наиболее простой и целесообразной. От проволочных
корзиночек (Шаффер, 1911, и другие) они отличаются индифферентностью и
стабильностью материала; от стеклянных трубочек, закрывающихся марлей,—
простотой в работе; наконец, от обоих—отсутствием заботы о подвешивании
объекта, так как благодаря пробке, которой закрывают сито, они плавают в
воде. Отсутствие возможных нарушение промывания водой представляет собой
преимущество фарфоровых сит Фэйрчайльда перед приспособлениями,
снабженными сифоном. Еще одно преимущество метода состоит в отсутствии
опасности смешения при одновременной обработке большого числа препаратов
(отдельные сита различают по вложенным в них записочкам и т. п.).
362. Если объекты настолько малы, что можно опасаться, что они
уплывут даже при употреблении мелкопористых фарфоровых сит, то их лучше всего
промывать, положив на толстый слой ваты в большой сосуд со стоячей водой,
которую следует многократно сменять. Для таких объектов можно
использовать еще иенские стеклянные фильтровальные пластинки.
363. Для того чтобы избежать брызг от водопроводного крана и шума
текущей воды, беспокоящего особенно нервных людей, Шуберг (1910)
советовал надевать на кран пробку с просверленным в ней широким отверстием,
через которое подвешивают до поверхности воды полоску бинта.
Об обработке высохших препаратов см. 214. '
6*

34
Глава V
ОБЕЗВОЖИВАНИЕ
364. Препараты, предназначенные для заливки в парафин или целлоидин,
после отмывки фиксирующей жидкости должны быть сначала обезвожены.
Этот процесс осуществляется перенесением их в безводный спирт. Чтобы
избежать сильных разрывов и сжатий, обезвоживание производят ступенями
путем постепенного переноса из слабых спиртов в крепкие*. Обычно достаточно
провести препараты после промывки в воде через 50-, 60-, 70-, 80- и
96-градусный спирты до абсолютного спирта, где они теряют последние остатки
содержащейся в них воды. Если промывка производится спиртом, то
обезвоживание, естественно, начинают со следующей по крепости ступени
(например, при промывке в 70-градусном спирте — с 80-градусного и т. д.).
365. При тонких цитологических исследованиях предпочтительно
усиливать концентрацию спирта каждый раз на 10%, Спирты наливают в
последовательный ряд стаканчиков и подвешивают препараты,
лежащие в фарфоровых ситах (см. 361 и рис. 1), в верхний
слой спирта так, чтобы содержащая воду жидкость могла
диффундировать ко дну. Пробка, воткнутая при
промывке в воде, должна быть удалена. О замене чистого этилового
спирта денатурированным этиловым спиртом или изопро-
пиловым спиртом см. 386.
366. Если фиксация проводилась в жидкости,
содержащей большое количество спирта, например, в жидкости
Карнуа, то обезвоживание наступает уже при фиксации.
Поэтому последующую обработку абсолютным спиртом
можно соответственно сократить.
367. Чтобы обеспечить проникновение спирта со всех
сторон, объекты при обезвоживании кладут на вату,
стеклянную вату или фильтровальную бумагу или, еще
- Рис. 2. Сосуд для лучше, подвешивают в верхнем слое жидкости. При этом
обеэвоживания. можно отчетливо видеть, как содержащий воду спирт
спускается от препарата на дно.
На рис. 2 изображен предложенный мною сосуд для обезвоживания.
Объекты лежат в фарфоровом сите, вместе с которым цх просто переносят из
спирта одной концентрации в следующий. Длительность выдерживания в
отдельных спиртах определяется величиной объекта и его свойствами; обычно
в низких концентрациях (10—60-градусный) достаточно держать по 2—4 часа,
в высоких—по 12—24 часа. Очень мелкие объекты (толщиной меньше 1 мм)
можно проводить быстрее; вгх достаточно выдерживать в каждом спирте от
1—2 до 2^4 час.
368. Не следует использовать слишком много раз одни и те же спирты,
их нужно чаще сменять, так как они быстро загрязняются извлекаемыми из
, тканей жирами и т. д. Особенно отчетливо это выступает при обработке пре^
паратов, которые были зафиксированы в жидкости, содержавшей хром. Такие
препараты окрашивают спирты экстрагируемыми содержащими хром
жировыми веществами. Это явление не устраняется и при большой
продолжительности промывки в воде.
369. Обезвоживание препаратов в абсолютном спирте нужно проводить
тщательно, особенно если объекты сразу после этого переносят в бензол
и т. п. В этом случае лучше передержать препараты на несколько часов
дольше в абсолютном спирте, чем недодержать.
С другой стороны, не следует оставлять препараты в абсолютном спирте
слишком долго, так как при этом различные составные части тканей
становятся очень твердыми и трудно режутся, Поэтому и в указанном случае обрабо^г
на абсолютным стартом не должна продолжаться свыше 24 час '

Последующая обработка фиксированных препаратов
85
Впрочем, весь вопрос об обезвоживании очень упрощается введением
других промежуточных жидкостей, которые наряду со спиртом также способны
воспринимать небольшие количества воды. В качестве промежуточной
жидкости я особенно рекомендую метилбензоат (см. 392). В этом случае
безразлично, лишен обезвоживающий спирт воды полностью или лишь на 98—99°;
в случае необходимости препараты можно перенести даже из 96-градусного
спирта в метилбензоат, который 3—4 раза сменяют. Дальнейшее
преимущество метода состоит в том, что благодаря включению метилбензоата удаляются
возможные остатки спирта, очень вредные при парафиновой заливке; кроме .
того, выдерживание препаратов в спирте, можно без вреда ограничить 12 час.
Еще большие возможности к употреблению содержащих воду
спиртов обеспечивает диоксан, который смешивается с водой в любых пропорциях;
он даже допускает полное исключение спирта (см. 353).
370. По предложению Киссера (1929), абсолютный спирт может быть
исключен из парафиновой техники, если проводить препараты после
96-градусного спирта через ряд смесей сппрта с бензолом, а именно: а) 96-градусный
спирт; б) 96-градусного спирта 3 части + бензола 1 часть; в) 96-градусного
спирта 2 части+бензола 2 части; г) 96-градусного спирта 1 часть+бензола 3
части; д) 96-градусного спирта 7 см3-f бензола 100 см3; е) чистый, бензол. Для
этой цели могут быть использованы также смесь спирта с карболовой
кислотой (Барта) или смесь спирта, карболовой кислоты и хлороформа. Все они
уступают метилбензоатному (см. 392) и диоксановому (см. 353) методам.
371. Чтобы избежать употребления спиртов высоких концентраций,
Е. Аллен (1916) рекомендует обезвоживать препараты анилиновым маслом.
Последнее прибавляется по каплям к 50-градусному спирту, в котором лежат
препараты, до тех пор, пока спирт не будет полностью замещен анилиновым
маслом. Точные указания см. 2175.
372. Последующая обработка препарата спиртами возрастающей
крепости во всех случаях приводит к сжатию препаратов, которые уменьшаются
большей частью на 5—10% первоначальной величины. Сжатия не удается,
избежать^ и в том случае, если повышение концентрации спирта производят,
добавляя по каплям спирты более высоких концентраций. Обычно даже для
тонких исследований достаточно увеличивать концентрацию спирта каждый
раз на 10%, как это указано выше (см. 365).
373. Многие рекомендуют повышать концентрацию спирта лишь очень
постепенно. Для этого Е. Аллен (1916) предложил аппарат, который был
значительно упрощен Краллингером (1928). Принцип его основан на том, что
новая среда поступает каплями, а постоянно продуваемая струя сухого
воздуха обеспечивает непрерывное смешивание жидкостей и одновременно
поддерживает препараты в движении.
374. Мелкие, нежные объекты (например, водоросли) могут быть
обезвожены наиболее удачно по способу Овертона (см. 145), который
рекомендует и Иде-Розас. Затем через 24—48 час объекты переносят в чистый
абсолютный спирт.
375. Неоднократно конструировались аппараты, которые автоматически
производили дальнейшее проведение препаратов от воды до среды, служащей
для заливки, например, аппарат Ранке (1928). Они в большей мере^при-
менимы в институтах патологии, в которых приходится справляться с
исследованием ежедневно поступающего нового материала, чем для целей
тонкого изучения.
376. Определение концентрации спирта проще всего цроизводить с
помощью ареометра. Важно, чтобы отсчет производился при температуре,
указанной на ареометре (чаще всего 15ö), так как отклонения, обусловленные
температурой, являются достаточно значительными. Приболев высоких
температурах шкала дает завышенные величины, при более, низких—заниженные.

86
Глава V
Для микротехнических целей рекомендуется набор спиртометров,
составленный по указаниям Плате, так как он дает возможность работать
и с малыми количествами жидкости. ^
377. О разведении спиртов (и других жидкостей). Для приготовления
спирта определенной концентрации проще всего поступать следующим
способом, который пригоден и для^ разбавления других растворов.* Дан а-процент-
ный раствор, из которого требуется получить Ь-процентный./Берут Ь частей
а-процентного раствора и прибавляют (а—Ь) частей растворителя. Получаем:
а частей требуемого 6-процентного раствора.
Пример: из 96-градусного спирта нужно приготовить 70-градусный.
Берут 70 частей 96-градусного спирта, прибавляют 26 частей (96—70)
дестиллированной воды и получают 96 частей 70-градусного спирта.
Если из раствора, 1 : а нужно приготовить 1:6, то берут а частей
раствора 1 : а, прибавляют (6—а) частей растворителя и получают 6 частей
в разведении 1:6.
Пример: формалин (1:3) нужно развести до 1 : 20. Разводят 3 части
формалина (1 : 3) 17 частями воды, что дает 20 частей формалина (1 : 20)
(Риккенберг). у
Если требуется получить при разведении совершенно определенное
количество раствора,- то с—см* имеющегося спирта дополняют
дестиллированной водой до с см3 (а—данная концентрация, 6—требуемая концентрация,
с—требуемое количество).
В данной формуле не учитывается уменьшение объема спирта,
наступающее при разведении. Разница, однако, настолько мала, что для
микротехнической практики ею обычно можно пренебречь.
378. Точные величины можно получить при помощи таблицы разведений
(см. приложения); при ее расчете учтено уменьшение объема спирта. В таблице
показано, сколько кубических сантиметров дестиллированной воды нужно
прибавить к 100 см3 спирта определенной концентрации, чтобы получить
требуемый более слабый спирт. Если желательна большая точность, то, ввиду
изменения объема, нужно не добавлять воду к спирту, а отмерять воду и
спирт в отдельных измерительных цилиндрах и сливать их в третий сосуд.
379. Обычно в запасе имеют, кроме абсолютного и 96-градусного
спиртов, еще 80-, 70-, 60- и 50-градусные спирты. Для приготовления 1000 см3 80-
градусного спирта при 96-градусном спирте в качестве исходного берут
836 см3 спирта и 164 си*8 дестиллированной воды; для 70-градусного—730 см3
спирта+270 см3 воды; для 60-градусного—630 см3 спирта + 370 см3 воды;
для 50-градусного—530 см3 спирта + 480 см3 воды. Лучше всего надписать эти
числа сразу же на этикетках соответствующих бутылок.
380. Абсолютный спирт. Продажный абсолютный спирт всегда
содержит около 1—2% воды. Если воды содержится не больше, то такой спирт для
микротехнических целей может практически приниматься за абсолютный.
Небольшим количеством воды можно пренебречь, особенно в тех случаях,
когда объект из абсолютного спирта переносится не непосредственно в бензол,
а в метилбензоат, который наряду со спиртом воспринимает также и эти
следы воды (см. также 397).
381. Приготовление абсолютного спирта из 96-градусного спирта
производится проще и лучше всего с помощью негашеной извести. Большую бутылку
наполняют кусками негашеной извести (СаО), приливают туда
обезвоживаемого спирта настолько, чтобы куски извести слегка выступали над его
поверхностью, и через 2—Здня отгоняют. Если желательно обезводить спирт
быстрее, то его кипятят с негашеной известью 1—2 часа в водяной или восковой
бане с обратным холодильником; после этого холодильник поворачивают и
спирт дестиллируют (Эрленмейер, 1871). Если спирт, подлежащий обезвожи-

Последующая обработка фиксированных препаратов
87
ванию, содержит более 5% воды, то процесс следует повторить 2—3 раза.
При этом, в первый раз объем, занимаемый спиртом, не должен заполняться
кусками извести более чем наполовину, так как из-за слишком быстрого
образования гидрата сосуд может разорваться.
При больших количествах спирта, принимая во внимание опасность
пожара, вместо стеклянной колбы лучше употреблять округлый медный сосуд
и нагревать его в горшке с водой (изображение подобного аппарата см.
у Гёпке, 1930).
Если желательно удалить из продажного абсолютного спирта последние
следы воды, то его обезвоживают кальцием (Винклер). В реторту
помещают 1000 см3 подлежащего обезвоживанию спирта, 10—20 г опилок
металлического кальция и несколько маленьких неглазированных глиняных
черепков.
После установки холодильника и приемника, снабженного трубкой с
хлористым кальцием, колбу осторожно нагревают в водяной бане или, еще лучше,
на электрической плптке. Нагревать нужно лишь до тех пор, пока не
начнется энергичное образование водорода, спирт же едва перегоняется
(осторожно! При слишком сильном нагревании реакция становится очень
бурной). Еоли после многочасового подогревания образование газа.прекра-
тилось, то температуру повышают и начинают отгонять спирт. Дестиллят
получается приблизительно 99,9-градусным. Если нужно удалить даже
последние следы воды, то процесс повторяемся еще раз с 3—5 г кальция.
382. Микротехники часто пользуются для обезвоживания медным
купоросом, который даже после многодневного действия не дает вполне
абсолютного спирта. Кроме того, обработанный таким путем спирт часто содержит
<^леды кислоты. При применении этого метода к обезвоживаемому спирту
прибавляют порошкообразный безводный медный купорос, несколько раз
взбалтывают и дают осесть. Беловатый порошок, принимая воду, постепенно снова
приобретает зеленый и синий цвет; после этого он должен быть заменен
бесцветным. Медный купорос, бывший в употреблении, можно снова обезводить,
прокалив его еще раз. Прокаливают на песочной бане (целесообразно под
тягой) до тех пор, пока он вновь не побелеет. Для того чтобы
воспрепятствовать образованию при этом свободной кислоты, Элыпниг (1893)
предварительно прибавляет немного наскобленного мела.
383. Испытание абсолютного спирта на содержание воды проще всего
производить опусканием в него нескольких*зерен карбида кальция. При
наличии воды вырабатывается легко различимый по своему запаху ацетиленовый
газ и появляется муть благодаря образованию гидрата кальция.
Если при прибавлении нескольких капель спирта к 4—5 см3 бензола или
ксилола появляется помутнение, то содержание воды в спирте достигает по
меньшей мере 3%. Чтобы уловить следы воды, к исследуемому спирту
прибавляют около 1 мг антрахинона и немного амальгамы натрия. Если он содержит
воду, появляется красная окраска, если безводен—зеленая (Нейберг).
384. Очистка использованного спирта. Для того чтобы сделать
использованный спирт снова годным для употребления, его дестиллируют в медном
котле, снабженном холодильником, и т. п. При дестилляции в стеклянной
колбе не следует забывать положить в нее несколько неглазированных
глиняных черепков, ибо в противном случае жидкость вскипает толчками.
Бесцветный дестиллят большей частью имеет 80—90 об. % спирта. При
дестилляции спирта из-под старых препаратов часто вместе с ним
перегоняются и трудно удаляемые летучие вещества, придающие дестилляту
дурной запах. Такой дестиллят непригоден для окраски и для
приготовления растворов. „ N
На том же основании следует избегать при сливании использованного
спирта примесей, загрязненных бензолом, толуолом и т. п. Очень часто спирт,^

88
Глава V
оставшийся от фиксации, бывает загрязнен ртутью. Для удаления последней
в сосуд для сливания спирта кладут несколько спиралей из тонкой красной
листовой меди. Иод удаляют прибавлением в использованный спирт при де-
стилляции нескольких обрезков каучуковой трубки. -
385. Испытание спирта на чистоту. После выпаривания чистого спирта
остается лишь очень незначительный остаток. При растирании между руками
не должно появляться сильного запаха. При прибавлении азотнокислого
серебра не должна появляться муть. Лакмусовая бумажка не должна ни
синеть, ни краснеть. Если прибавить к 10 см3 испытуемого спирта 1—2 капли
раствора 1 г ггматеина п 1 г хлористого алюминия в 100 см3 спирта, то через
24 часа еще не должно появляться никакого осадка (П. Майер, 1891).
386. Часто возникает вопрос о том, в какой мере чистый этиловый спирт
можно заменить в микротехнике денатурированным спиртом и какой способ
денатурации целесообразнее всего избрать. За исключением старой работы
Киттштейнера (1909), подробных систематических исследований по этому во-
йросу не опубликовано. Насколько я могу судить на основании своего
собственного опыта, можно установить следующее.
а. Из различных денатурирующих агентов наиболее безвредным мне
кажется бензин. Этиловый спирт,/денатурированный бензином, можно
использовать как для последующей обработки и обезвоживания препаратов,
предназначающихся к заливке в парафин или целлоидин, так и для обработки
срезов до или после окраски. Его можно также употреблять для приготовления
целлоидинового раствора и большинства растворов красителей. Он обладает
лишь тем недостатком, что при сильном разведении водой мутнеет вследствие
содержания бензина (помутнение начинается примерно при разведении спирта
до 50—55°).
Если сильно разведенный спирт оставить стоять закрытым несколько
дней, то бензин соберется на поверхности, а спирт, даже при разведении до
20—30°, становится прозрачным. Спирт лучше всего разводить в снабженной
пробкой делительной воронке. ^
б. Этиловый спирт, денатурированный древесным спиртом (неочищенный
метиловый спирт), можно употреблять как для проведения и обезвоживания
йеред парафиновой заливкой, так и для обработки срезов до и после окраски.
При этом, однако, нужно учитывать, что благодаря содержанию метилового
спирта он сильнее действует на многие окраски с участием анилиновых
красителей (например, на толуидиновый синий), чем чистый этиловый спирт.
Но в некоторых случаях (дапример, при дифференцировке после окраски
по Нисслю) это свойство оказывается полезным. В отличие от спирта,
денатурированного бензином, он даже при сильном разведении водой не мутнеет.
Для препаратов, предназначенных к заливке в целлоидин, спирт,
денатурированный древесным спиртом, повидимому, менее пригоден, так как следы
метилового спирта могут повлиять на растворимость и консистенцию
целлоидина. На том же основании не рекомендуется сохранять целлоидиновые
блоки или срезы в спирте, денатурированном древесным или метиловым
спиртом.
в. 96-градусный этиловый спирт, денатурированный метиловым спиртом
й пиридином (так называемый денатурированный спирт), при использовании
в качестве фиксирующей жидкости вызывает более сильное сморщивание
ядер, чем чистый этиловый спирт (Киттштейнер, 1909). Напротив, будучи упо-
s треблен для дополнительной обработки после фиксации и т. д., он, по Кит-
тщтейнеру, не оказывает вредного действия на парафиновые препараты.
Об использовании денатурированного спирта как жидкости для
сохранения естественнонаучных объектов см. Арндт (1937).
387. Изопропиловый спирт употребляется как для обезвоживания
препаратов перед заливкой в парафин,так и для обработки срезов до и после окраски.

Последующая обработка фиксированных препаратов
89
Так же, как и Дитрих (1930), я не мог установить при работе с изопропиловым
спиртом какого-либо изменения препаратов к худшему, по сравнению с
получаемым при обработке чистым этиловым спиртом. После окрасок,
чувствительных к реакции среды (нацример, окраска по Гимза), большое
положительное значение имеет нейтральная реакция изопропилового спирта. Диф-
ференцировка после различных окрасок проходит в нем часто медленнее,
чем в этиловом спирте. G водой он смешивается в любых отношениях,
оставаясь прозрачным. Продажный «абсолютный» изопропиловый спирт
достаточно безводен. Он смешивается в любых отношениях даже~с весьма
чувствительным к воде ксилолом, не давая мути.
Пригоден лишь «абсолютный» изопропиловый спирт. Так как он
притягивает воду из воздуха со значительно меньшей энергией, чем абсолютный эти-
ловзый спирт, то, будучи хорошо закрыт пробкой, может годами оставаться
безводным. Однако в связи с этим обезвоживание препаратов идет в нем
медленнее, например, средние по величине кусочки из 92—95-градусного
спирта должны быть помещены на трое суток в изопропиловый спирт (менять
3 раза). Затем изопропиловда спирт + бензол (1 : 1) или изопропиловый
спирт 4-хлороформ (1 :1), после чего бензол или хлороформ, парафин.
Для заливки в целлоидин изопропиловый спирт непригодей, так
как целлоидин в нем практически нерастворим. Даже смесь изопропилового
спирта и эфира растворяет целлоидин очень медленно' и в небольших
количествах. При обезвоживании же целлоидиновых блоков и целлоидиновых
срезов это свойство изопропилового спирта становится преимуществом..
Бутиловый спирт растворяет набухший целлоидин, но не растворяет сухого.

Глава VI
ПРОПИТЫВАНИЕ И ЗАЛИВКА
388. Фиксированные объекты не всегда обладают необходимыми для
резки свойствами; так, некоторые из них настолько мягки, что не
оказывают ножу достаточного сопротивления; другие содержат большие
полости и при резке могут сильно деформироваться; третьи настолько малы
и нежны, что их вообще нельзя взять пальцами, и т. д. Все эти трудности
можно устранить, если пропитать объект такой средой, которая потом
застывает в плотную, хорошо режущуюся массу. После пропитывания
препарат режется так же, как и служащая для заливки масса, при условии,
что объект не тверже ее. В зависимости от того, какое вещество использовано
для пропитывания, избирается тот или иной путь обработки. Наиболее
употребительными материалами для заливки служат парафин, целлоидин
или желатина.
Для особых целей используют еще заливку в целодаль (см. 480 и 481).
389. Указания по применению для заливки различных материалов. Для
большинства гистологических и эмбриологических целей наиболее пригодным
материалом для заливки служит парафин (впервые применил Клебс, 1869).
Он незаменим, если требуется изготовление очень тонких срезов (1—5 ц).
Серии срезов изготовляются скорее и легче из парафинового, чем из
целлоидинового материала. Другое преимущество парафина заключается в том, что
заливка в него производится быстрее и проще, а залитые объекты можно
сохранять как угодно долго без опасения, что они изменятся. Лучше всего при
этом следовать методу, по которому препараты предварительно обрабатывают
метилбензоатом или метилбензоат—целлоидином (см. 391). Недостаток всякой
парафиновой заливки состоит в том, что во время пропитывания дарафином
происходит сжатие объекта на 8—20%.
Пропитывание целлоидином (впервые применил Дюваль, 1879; Шиффер-
деккер, 1882) имеет преимущество при заливке таких тканей, которые легко
твердеют от нагревания, неизбежного при парафиновой заливке (например,
кожа, декальцинированные кости, толстые слои гладких мышц и т. п.).
Очень ценно то, что в целлоидине сравнительно редко наблюдаются
упомянутые выше явления сжатия, наступающие при заливке в парафин.
Недостатки метода состоят в том, что процесс заливки требует более длительного
времени, целлоидиновые блоки режутся лишь при смачивании и, как
правило, не так тонко и равномерно, как парафиновые. Приготовление
серий без пропусков на целлоидиновом материале труднее, чем при
парафиновой заливке, а приклеивание препаратов к предметному стеклу менее
прочно. I
Преимущества обоих методов соединяются в целлоидин—парафиновом
методе, цри котором препараты, залитые сперва в целлоидин,
дополнительно пропитывают еще парафином. Однако и при этом методе
приготовление серий отнимает больше времени, чем при простом парафиновом,
способе. ,

Пропитывание и валивка
91
Вполне можно рекомендовать метод Петерфи (см. 392), который также
номбинирует пропитывание целлоидином и парафином, только примесь
целлоидина при этом очень незначительна. Следовательно, этот метод не должен
называться собственно целлоидин—парафиновым методом, как это иногда
делают.
Таблица 1
ОТНОШЕНИЕ ПРОМЕЖУТОЧНЫХ ЖИДКОСТЕЙ К ЦЕЛЛОИДИНУ, ПАРАФИНУ,
СПИРТУ И ВОДЕ
Целлоидин
Парафин!)
Абсолютный
сппрт2)
Вода
Точка
кипения. °С
Ацетон
+
+
56
Этиловый эфир ....
+
1
12:1
' 34
Этиловый спирт
(абсолютный)
+
—
+
+
78
Анилин
. -
+
80°
—
182
Бензин (технический) .
—
+
+
—
150
Бензол
-
+
+
-
80,5
Бензиловый спирт . .
-
+
~ 206 .
Бензилбензоат
-
+ (при 56°)
90'
-
—
Бергамотное масло . .
—
+
80°
-
183
Кедровое масло ....
-
+
95'
—
237
Хлороформ
-
+
+
-
61
Декалин
-
+ (при 56')
+
-
188
Диоксан
+
+ (при 56')
+
+
101
Глицерин
-
—
.+
+
290
Изобутиловый спирт .
-
+
50'
— -
108
Изопропиловый спирт .
-
+
+
82,8
Креозот
-
+ (при
205—220
нагревании)
67
Метиловый спирт . . .
+
—
+
Метилбензоат
+
_
80°
199
Гвоздичное масло . . .
+
90°
247 „
Оригановое масло . . .
—
Немного
при
нагре90а
—
~
вании
>300
Парафиновое масло . .
—
-
—
Газолин
-
+
+
—
30—50
Сероуглерод
-
+
+
—
46
Терпинеол
-
-
90э
—
210
156
Терпентиновое масло .
-
+
+
—
Четыреххлористый
78
углерод
-
+
+
—
Тетралин
-
+
+
—
206
Толуол
-
+
+
— ^
111
Трихлорэтилен ....
-
+
+
—
88
140
Ксилол
—*
+
+
1) 4- смешивается; — не смешивается (учтена лишь способность смешиваться в количестве,
имеющем значение Яля практики).
2) В рубрике укавано также, до какого содержания воды можно довести этиловый спирт, не
затрагивая его способности к хорошему смешиванию с соответствующей жидкостью. 4

92
Глава. VI
Желатиновая заливка применяется, главным образом, тогда, когда
требуется получить из рыхлых, легко распадающихся кусочков тканей тонкие
целостные замороженные срезы. Таким образом, желатиновая заливка
пригодна во всех случаях, когда приходится резать на замораживающем микро-
томе, например при выявлении жиров и липоидов и т. д. Так как, в отличие
от парафинового и целлоидинового методов, при желатиновой заливке
наступаетлишь очень незначительное сжатие, то этот метод имеет большую ценность
и при тонких исследованиях межклеточных веществ, соединительной ткани
й т.. п. При методе, предложенном Гаскеллом и Греффом (см. 469),
желатиновую массу не .удается удалить из среза, способ же Геринга и тен
Берге (см. 471) позволяет в * дальнейшем без труда удалить желатину.
390. Отношение, различных промежуточных жидкостей к целлоидину,
парафину, спирту и воде см. табл. 1.
ЗАЛИВКА В ПАРАФИН
Удаление спирта
391. В предыдущем разделе уже4 подчеркивалось, насколько важно
тщательное обезвоживание для препаратов, предназначенных к заливке в
парафин. Не меньшее значение имеет, после окончания обезвоживания, удаление
абсолютного спирта. Безупречная заливка, как это особенно подчеркивал
Апати (1912) в своей весьма ценной для техники заливки и резки работе,
возможна лишь тогда, когда объект совершенно лишен воды и спирта. Сжатие
и затвердение, плохая способность к резке объекта в парафине происходят
большей частью от того, что он еще содержит воду или спирт, а часто и то
и другое.
392. Таким образом, пропитыванию парафином при всех условиях
должно предшествовать удаление спирта. Из многих методов, служащих для отой
цели, я рекомендую на основании многолетнего опыта в первую очередь
употребление метилбензоата или в виде метилбензоат—целлоидина по методу
Петерфи или в виде чистого метилбензоата. В обоих случаях препараты
должны быть еще обработаны бензолом.
В этих методах существенно то, что благодаря применению
метилбензоата наряду с остатками воды полностью удаляется из препаратов и спирт.
Прибавление целлоидина при этом не играет решающей роли, так что й с
чистым метилбензоатом можно получить весьма сходный результат. Важно
часто обновлять метилбензоат.
Метилбензоат (бензойнокислый метил)—бесцветная, неприятно
пахнущая, сильно преломляющая свет жидкость (коэффициент преломления 1,517)г
которая на воздухе медленно испаряется, не давая остатка.
Методика. Препараты из абсолютного спирта переносят в
метилбензоат—целлоидин (см. 393) или в чистый метилбензоат. Сначала они плавают
на поверхности, а через 1—4 часа, по мере вытеснения спирта жидкостью,
опускаются на дно. После этого их переносят в свежий раствор, в котором
повторяется то же самое, и, наконец, помещают в третью порцию раствора.
Через 24 часа .объекты, ставшие прозрачными, кладут на 30 мин. в бензол,
который один раз сменяют; после этого они готовы к пропитыванию парафит
ном. Для пропитывания срезы переносят на 30—60 мин. в насыщенный
раствор парафина в бензоле, который ставят на термостат (около 30°), а затем
помещают в термостат в чистом парафине (см. 418).
Приведенные выше сроки годны для кусочков с длиной сторон 3—5 мм.
Указания для кусочков других размеров см. в приложении, табл. V.
При работе с очень нежными объектами над метилбензоатом помещают,
слой абсолютного спирта (см. 407). ;

Пропитывание и валивка
93
393. Приготовление метилбензоат—целлоидинового раствора. 10 г
высушенного целлоидина (см. 443) растворяют в 1 л метилбензоата. В бутыль,
наполненную метилбензоатом, бросают по одному целлоидиновые кубики и
затем хорошо взбалтывают. Общее количество жидкости рассчитывают так,
что бы она как раз заполняла бутыль. Последнюю нужно хорошо закрыть
пробкой и на 12 чае. поставить горлышком вниз, после чего набухший
целлоидин будет спускаться к горлышку; на следующие 12 час. бутыль ставят
дном вниз и т, д., пока целлоидий не растворится, что обычно занимает
1—2 недели. Готовый раствор имеет слегка желтоватую окраску.
Растворение целлоидина можно ускорить нагреванием в водяной бане.
Для приготовления 1 л раствора на кипящей водяной бане в эрленмейеровской
колбе подогревают 400 см9 метилбензоата. Для предохранения от водяных
паров и для конденсации испаряющегося метилбензоата колба должна быть
хорошо закрыта пробкой, снабженной дефлегматором. В нагретую почти до
100° жидкость бросают целлоидиновые кубики (10 г). Время от времени колбу
снимают с водяной банп п толстой стеклянной палочкой хорошо перемешивают
переходящий в раствор набухающий целлоидин. Когда через 4—8 час
целлоидин будет достаточно растворен, прибавляют еще оставшиеся 600 см3
метилбензоата и смесь оставляют охлаждаться.
Нужно избегать нагревания метилбензоата выше 100°, так как при более
высокой температуре легко происходит разложение целлоидина и
образование вредной кислоты.
394. На основании собственного опыта я не могу рекомендовать
приготовление раствора путем смешения 1 части 2-процентного эфирно-спиртового
раствора целлоидина с 1 частью метилбензоата (Петерфи), так как при этом
в раствор вносятся следы эфира и спирта, которые чрезвычайно мешают
пропитыванию парафином.
395. Раствор приготовляется очень просто, если вместо целлоидина
употребить цедуколъ (см. 445), который растворяется значительно быстрее. Для
этого около 14 г цедуколя насыпают на фильтровальную бумагу и оставляют
на несколько часов для удаления спирта на сухом, защищенном от пыли месте
(осторожно!). З^тем отвешивают от него 10 г, заливают их 1 л метилбензоата
л хорошо взбалтывают. Каждые два часа бутыль переворачивают горлышком
вниз. Растворение идет еще быстрее при использовании аппарата для
взбалтывания.
396. Замечания. Препараты, фиксированные в формалине,
пикриновой кислоте или спиртовых смесях, в метилбензоате становятся
совершен но прозрачными, тогда как препараты, фиксированные в жидкостях,
содержащих хром, осмий или сулему, остаются довольно непрозрачными.
Эту непрозрачность не следут смешивать с мутностью, являющейся
результатом плохого обезвоживания, В последнем случае объекты нужно вновь пере- *
вести в абсолютный спирт.
Метилбензоат—целлоидиновый раствор можно использовать несколько
раз; затем первую порцию, наиболее сильно загрязненную спиртом, заменяют
второй, третьей и т. д.
Продолжительность пребывания в растворе должна быть рассчитана так,
чтобы препарат полностью им пропитался; таким образом, срок зависит от
величины препарата (многодневное пребывание в метилбензоате не вредит
препаратам)-. В общем достаточно 24—48 час; для очень маленьких объектов
довольно уже нескольких часов. Органы, богатые соединительной тканью или плохо
режущиеся, лучше оставлять в растворе на 3—6 дней. В бензоле препараты
должны находиться лишь до тех пор, пока не будет отмыто основное количество
метилбензоата. В зависимости от величины препаратов, для этого достаточно
0,5—2 часа. Излишне долгое пребывание в бензоле и бензол—парафине
ухудшает резку препаратов. Если употребляется метилбензоат—целлоидиновый

94
Глава VI
раствор, то перёд помещением препаратов в бензол хорошо дать раствору как
следует стечь, иначе на поверхности оседают мелкие, плохо режущиеся
капельки целлоидина. Лучше всего для этой цели положить пропитавшиеся
препараты на несколько минут на фильтровальную бумагу.
397. Непосредственный перенос из метилбензоат—целлоидина в парафин,
минуя чистый метилбензоат и содержащий парафин метилбензоат, как это
рекомендуют Рейхардт и Ветцель (1928), дает хорошие результаты.
398. Крюгер (1940, 1941) употребляет в качестве промежуточной среды
креозот и бензилбензоат. Объекты, обезвоженные в абсолютном спирте,
помещают сперва в креозот, затем в бензилбензоат, бензилбензоат—парафин
(12—14 час. при 56°), а из него—в чистый парафин (3 раза сменяют).
Креозот (см. также 390) малочувствителен к содержащему воду спирту;
он смешивается даже с 70-градусным спиртом. Так как вместе с тем креозот
имеет большое сродство к органическим коллоидам, то, по Крюгеру, из всех
промежуточных сред он наиболее подходит для удаления из объектов,
связанных коллоидами следов воды и спирта. Бензилбензоат (бензол бензойной
кислоты)—прозрачная бесцветная жидкость, смешивающаяся со спиртом,
бензолом, хлороформом, ксилолом и т. п. В случае необходимости, препараты
можно переносить уже из 90-градусного спирта, так как бензилбензоат не
чувствителен к остаткам воды. Высушенный целлоидин в бензилбензоате не
растворяется, набухший же вполне растворим. Бензилбензоат смешивается
с коллодием, метилбензоат—целлоидином, а также с расплавленным
парафином. Так как обычный продажныйТгрепарат часто содержит немного воды, то»
для освобождения его от воды и спирта рекомендуется прибавлять к нему
безводный хлористый кальций. Бензилбензоат не влияет на окраску и осмиро-
вание. В отличие от метилбензоата, бензилбензоат почти лишен запаха, но
это преимущество исчезает при комбинации с креозотом вследствие въедливого
запаха последнего.
399. Секи (1837b) рекомендует в качестве лучшей промежуточной среды
между этиловым спиртом и парафином декалин. Он отмечает его слабое
сжимающее действие и то, что препараты, обработанные с его помощью, отлично
режутся. Декалин (декагидронафталин) очень индифферентно относится
к другим веществам. Он смешивается с метилбензоатом, бензолом, ксилолом;,
декалин японской марки смешивается также в любой пропорции с этиловым
спиртом, препарат же немецкой марки не смешивается. Поэтому для удаления
остатков спирта и воды Секи включает между этиловым спиртом и декалином
смесь декалина с метилбензоатом (8: 2). Декалин проникает несколько»
медленнее, чем бензол. Сроки приведены в табл. 2.
Таблица 2
ПРОДОЛЖИТЕЛЬНОСТЬ ОБРАБОТОК ОБЪЕКТОВ РАЗЛИЧНЫХ РАЗМЕРОВ
ПРИ ЗАЛИВКК В ДЕКАЛИН-ПАРАФИН, ЧАСЫ
Длина сторон объекта
Промежуточная среда
2—3 мм
3—5 мм
5—8 мм
Число смен
среды
Абсолютный спирт . .
Декалин—метилбензоат
Декалин
Декалин—парафин 1:1
Парафин
3—6
1—2
1—2
0,25—0,5
1—2
6—12
2-4
2-4
0,5—1
2-4
12—24
4—8
4-8
1-2
4-8
1
1
1
1
1 (в
термостате)
1 (в
термостате)

Пропитывание и заливка
95
400. Еслп пропптыванпе метилбензоат—бензолом (по 392) плп диоксаном
(по 3-53) по каким-лис: причинам не может быть применено, то в качестве
промежуточной >kzzk: :ттг между спиртом п парафином в первую очередь
рекомендуется сБ нем : оъокты становятся значительно менее твердыми,
чем z г:.туг."г ztz к.гтгле. Прп этом объекты переносят из абсолютного
zztt± zt т::: z с~ез:.т. который следует 2—3 раза сменить. Так как бензол
м:~гс z:r-t:7ZTb лишь очень немного воды, то в этом случае предше-
ттукттег : тезвожпванпе в абсолютном спирте должно быть проведено очень
тщательно.
Можно избежать употребления абсолютного или высокопроцентного
спирта (см. 370 и 358; о спирте вообще см. 353).
401. Объекты, помещенные в бензол, через некоторое время становятся
прозрачными; если при переносе в него препаратов появляется помутненио
плп если внутри объекта остаются молочнобелые пятна, даже после
многочасового пребывания в бензоле, то это служит признаком недостаточного
обезвоживания. В этом случае объекты переносят обратно в абсолютный спирт.
Нужно, однако, учитывать, что препараты, зафиксированные в жидкостях,
содержащих хром, осмий или сулему, не бывают такими прозрачными, как,
например, после формалиновой или спиртовой фиксации.
Продолжительность пропитывания сообразуют с величиной объекта и характером
промежуточной жидкости; она не должна превышать срок, безусловно
необходимый для фиксации, так как в противном случае препараты становятся.
твердыми. Некоторую ориентировку в сроках дает табл. IV (см.
приложение). Чтобы быть уверенным в полном удалении спирта, целесообразно
проводить препараты через 3 порции бензола.
402. Важно, далее, обращать внимание на то, чтобы бензол был
бесцветен и свободен от воды и спирта (Benzolum cristallisatum). Технический
бензол бывает большей частью загрязнен толуолом, ксилолом, углеводородами
с более высокой точкой кипения или тиофеном. Чистый бензол имеет точку
кипения при 80,5°. Если к бензолу, содержащему тиофен, прибавить немножко
концентрированной серной кислоты и немножко изатина, то он принимает тем-
носинюю окраску. Пары бензола при вдыхании в большом количестве ядовиты.
403. Неочищенный бензол кипятят несколько часов при обратном
холодильнике с животным углем и отгоняют. Дестиллят оставляют на сутки
над металлическим натрием, а затем снова отгоняют при 81°. Для кипячения
п дестилляции колбу с бензолом помещают на восковую баню, подогретую-
приблизительно до 105°. При работе с бензолом нужно всегда учитывать его
большую огнеопасность. Лучше всего пользоваться электрической плиткой.
404. Некоторые авторы рекомендуют переносить нежные, легко рвущиеся
объекты не прямо в бензол, а сперва в смеси спирта с'бензолом (1 : 1 или
2 : 1, 1 : 1 и 1 : 2). Другие авторы оспаривают значение этого приема. В
качестве промежуточной жидкости может служить также диоксан (см. 353).
405. Кроме бензола, из многочисленных жидкостей, которые
употребляют в качестве промежуточных благодаря их способности смешиваться со
спиртом и парафином, следует назвать еще хлороформ, сероуглерод, четырех-
хлористый углерод, тетралин, толуол и ксилол, а также различные масла—
бергамотное, терпентиновое, кедровое.
Подробности об употребляемых в микротехнике летучих маслах и их
заменителях можно найти у П. Майера (1919).
О применении бутилового спирта говорилось выше (см. 358).
406. Хлороформ часто рассматривается как наилучшая, наиболее
безвредная промежуточная среда. Не говоря о том, что, по сравнению с метилбензоа-
том, он не обладает особыми преимуществами, употребление хлороформа
можно рекомендовать лишь в том случае, если он полностью свободен от воды
и спирта, чего у продажного хлороформа часто не бывает. Но и совершенно- ✓

96
Глава VI
чистый хлороформ легко разлагается и становится содержащим воду.
Поэтому следует в общем предпочесть применение метилбензоата и бензола.
407. Высокий удельный вес хлороформа целесообразно использовать
для равномерного пропитывания препарата. Для этого в стеклянной трубке
на столбик хлороформа наливают слой абсолютного спирта. Препарат,
плавающий вначале у границы обеих жидкостей, затем медленно погружается
в.хлороформе на дно (погружной способ). Отсюда его переносят еще 1—2 раза
в чистый хлороформ. Некоторые объекты могут не опуститься на дно, даже
находясь целый цень в чистом хлороформе. Однако они опускаются на дно,
если к хлороформу прибавить немного парафина.
В случае материала, богатого желтком, заливка через безводный (!!)
хлороформ часто, действительно, дает лучшпе результаты. Из хлороформа
объекты переносят в насыщенную смесь хлороформ—парафина (точка
плавления 40°) и оставляют стоять на термостате до 24 час. После этого их помещают
на короткое время в чистый парафин с точкой плавления между 50 и 58°.
408. Чтобы освободить хлороформ от спирта и воды, Кемпф (1910)
рекомендует длительное время настаивать его над хлористым кальцием, который
обезвоживает и одновременно связывает спирт. Из-за склонности к
разложению такой очищенный хлороформ после фильтрации хранят, защищая от
света, в маленьких наполненных до горлышка коричневых склянках.
409. Очень хорошие результаты дает сероуглерод (М. Гейденгайн, 1901).
Он очень быстро пропитывает препараты, так же легко из них вытесйиется
и не делает .препараты твердыми.
Чтобы избегнуть наступающего в нем при некоторых условиях
почернения объектов, Геудорфер после обезвоживания переносил их на 24 часа в че-
тыреххлористый углерод, затем в сероуглерод и наконец в сероуглерод,
насыщенный парафином с точкой плавления 48°, Широкому применению
сероуглерода препятствует, однако, его большая огнеопасность (воспламеняется
уже при 150°) и сильная токсичность. Если склянка хорошо закрыта и стоит
спокойно, то неприятный запах не очень заметен.
Смесь с воздухом, содержащая 4% сероуглерода, может уже при 0°
взорваться от одной искры. Пары сероуглерода очень ядовиты. При вдыхании
они вызывают, между прочим, головокружение, потерю сознания,
нарушение зрения.
410. Четыреххлорцстый углерод имеет то преимущество, что не растворяет
осмированный жир (Плечник, 1903); он менее огнеопасен, растворяет
большое количество парафина, но благодаря своей слабой летучести с трудом
удаляется из него. Поэтому его применение показано лишь в особых
случаях.
411. Тетралин- (тетрагидронафталин) рекомендуют Коронини (1921),
Дран (1912), Фосс (1923) и другие в качестве промежуточной жидкости,
в которой даже ткань сухожилий сохраняет способность легко резаться.
По моему опыту, тетралин уступает чистому бензолу. Кроме того, он
загрязняет горячий парафин, из которого с трудом удаляется из-за своей
малой летучести. Поэтому я полностью присоединяюсь к
неблагоприятному отзыву П. Майера (1923). Совершенно непригоден технический
тетралин. Для микроскопических целей применим лишь очищенный тетралин.
412. Трихлорэтилен не может быть рекомендован для целей заливки
(Брух, 1920). .. '
413. Толуол и ксилол делают препараты твердыми и вследствие своих
высоких точек кипения (соответственно 111 и 140°) труднее удаляются из
препаратов и парафина, чем значительно более "летучий бензол. Поэтому
в технике заливки их лучше заменять бензолом.
414. Из масел к промежуточным жидкостям прежде всего относятся.
анилин, скипидар, бергамотное и кедровое масла.

Пропитывание и заливка
ОТ
415. По Аллену (1919), анплпн применяют для обезвоживания и
пропитывания, прибавляя его каплями: к препаратам, доведенным до 50-градусного
сопрта. Затем онп поступают в чистый анплпн, где становятся совершенно
прозрачными. Для удаления анилина препараты переносят в бергамотное масло
п. после r.4TZKj&rz:ii смены последнего,—в чистый парафин. Аллен при этом
птедн:чнтЕг7 izHrerzrecKce бергамотное масло натуральному (подробности
В :киг.иоар плп кедровое масло препараты поступают из абсолютного
:zzTT&. Вначале объекты некоторое время плавают на поверхности; чтобы
пгоежать прп этом подсыхания поверхности объекта, нужно покрыть их
кусочком ваты, пропитанной маслом. После этого они постепенно опускаются на
дно. Полностью пропитавшиеся просветленные объекты переносят из масла
прямо в горячий расплавленный парафин. Предварительное условие
получения хорошего результата состоит, однако, в том, чтобы масло, употребленное
в последнюю очередь, было совершенно лпшено воды п спирта.
Прп употреблении скипидара п кедрового масла их можно не столь
тщательно удалять при пропитывании парафином, как различные другие
промежуточные жидкости, так как с чистым парафином они образуют хорошо
режущуюся смесь (П. Позо, 1910, и Апати, 1912). Согласно моему опыту,
пропитывание кедровым маслом уступает метилбензоат—бензольному методу.
417. Прантер (1902b) переносит кусочки из абсолютного спирта на 24 часа
в кедровое масло, потом на 12 час в лигроин, на столько же—в лигроин—
парафин; затем, после получасового выдерживания в термостате,— на 3—
6 час в чистый парафин.
Большие куски мускулистых органов (например, матка, сердце)
переносят через абсолютный спирт с кедровым маслом в сменяемое 2—3 раза чистое
кедровое масло (6—10 дней при 37°), а из него—в многократно сменяемый
чистый парафин (точка плавления 56°) на 2—8 дней в зависимости от
величины объекта.
Пропитывание объектов парафином
418. Пропитывание бенвол*—парафином. Объект, пропитанный бензолом,
по методу, изложенному выше (см. 392 или 400), переносят затем в бензол,
насыщенный парафином. Для приготовления бензол—парафина в чистый бен-
'зол прибавляют столько парафина, чтобы оставался небольшой нерастворяю-
щийся его избыток. Для постоянного употребления лучше всего такой
насыщенный парафином раствор держать наготове в хорошо закрывающемся
сосуде на верху термостата (35—40°).
Для бензол—парафиновой смеси целесообразно использовать банку с
широким горлышком, с притертой пробкой и с пришлифованным колпачком (рис. 3).
Длительность пребывания в бензол—парафине меняют в зависимости от
величины й плотности препарата. Куски с длиной сторон 2—3 мм оставляют
в смеси 20—30 мин., 3—5 мм—30—60 мин., 5—10 мм—1—2часа; более
крупные—еще дольше. Ткань должна полностью пропитаться смесью, чтобы
потом при испарении бензола в горячем парафине не оставалось непропитанных
участков. Однако слишком долгого пребывания в бензол—парафине следует
избегать, иначе препараты станут слишком твердыми и будут плохо резаться.
Если вместо бензола был взят в качестве пропитывающей жидкости
хлороформ или сероуглерод, то вместо бензол—парафина употребляют насыщенные
парафином растворы этих промежуточных сред. (О диоксане см. 353.)
419. Пропитывание парафином. После достаточного пропитывания
бензол—парафином препараты переносят подогретым шпателем в чистый
расплавленный парафин (в термостат). Так как первая порция парафина загрязняется
остатками содержащегося в препарате бензола, то объекты через некоторое
время переносят во вторую, а если возможно, то и в третью чашку с парафином.
7 Б. Ромейс

Глава VI
Продолжительность пропитывания в горячем парафине определяется
величиной и плотностью объекта. Маленькие объекты со сторонами меньше
1 мм требуют по меньшей мере 30—60 мин.; средние объекты со сторонами
2—5 мм—2— 5 час; большие (5—10 мм)— 5—24 час. Более крупные
препараты должны оставаться в парафине от одного до нескольких дней. Рыхлые
ткани пропитываются быстрее, чем плотные (см. также приложение, табл. VI).
Лучше передержать объект в расплавленном парафине, чем недодержать.
Если объект хорошо обезвожен, а главное, если полностью удален спирт, то,
как установил Апати, и что могу подтвердить и я на основании собственных
наблюдений, ему не вредит пребывание в парафине даже в течение
нескольких дней и недель. В отношении препаратов, из
которых вода и спирт удалены не полностью, результат,
во всяком случае, будет тем хуже, чем дольше
продолжается пребывание их в чистом расплавленном
парафине.
420. Плохая резка ороговевшей кожи,
соединительной ткани, костей и т. п. (на что многие жалуются) у
парафиновых препаратов зависит, большей частью, от
недостаточного пропитывания парафином. Если оставить
подобные, плохо пропитывающиеся препараты, после
многодневной обработки метилбензоатом, на неоколько
дней в горячем парафине, то они обычно режутся
превосходно. Исключедие составляют, возможно, богатые
желтком зародыши, так как их хрупкость, видимо, возрастает
по мере выдерживания в горячем парафине.
Рис. 3. Сосуд с Крюгер (1941) объясняет затвердение при парафиновой
притертым колпач- заливке высыханием объекта в парафине. Это происходит,
ком и пробкой (для если оставшиеся в препарате Следы воды и спирта в frep-
бёнзол — парафи- мосхахе начинают испаряться. После пропитывания
летучими промежуточными средами с точкой кипения ниже 150°
также имеется опасность Высыхания, которое происходит,
рели промежуточная среда в термостате выходит из препарата скорее, чем
парафин поступает 'на ее место (см. также 398).
421, При пропитывании парафином в качестве посуды употребляют
кристаллизаторы с плоским дном из иенского стекла или фарфоровые чашки.'
Шпулер предложил фарфоровые горшочки со вставкой из проволочной
.ретки. По моим наблюдениям, парафин со временем окрашивается при этом
от следов меди в зеленый цвет; возможно, что сеточка из никеля или
серебра была бы лучше.
422. Некоторые авторы рекомендуют переносить объекты из
промежуточной среды, насыщенной парафином на холоду, сперва в мягкий парафин
0 точкой плавления при 35° и лишь через несколько часов—в парафин с
высокой точкой плавления.
Апати (1912) же считает пропитывание смесью промежуточной среды
ц парафина или парафином с низкой точкой плавления бесцельным и
переносит объекты сразу из промежуточной среды в парафин с высокой точкой
цлавления.
423". Сорта парафина. В зависимости от температуры, при которой
намереваются резать, и от требуемой толщины срезов употребляют парафины
с различными точками плавления; при более низкой температуре—с точкой
плавления 45—50°, при более высокой—с точкой плавления 58—60°. Обычно
рекомендуется парафин с точкой плавления 56—58°.
. 424. Путем соответствующего смешивания мягкого (точка плавления 45—
$4°) и твердого (точка плавления 58—60°) парафинов можно устанавли-
эать любую степень твердости. По Апати, обычный продажный парафин
I

Прэпитыс&ние и галиека
для точных is: :т о:льпез частью непригоден, так как он часто содержит
гаг: - ~г я1 ztzn:^:z. i :zrz:rzze чего блок прп залпвке становится пузыр-
чагыкГz:iz~: zzz.z: Zr^rriz. П:гтому лучше на длительное время
оставлять -ъ~.iözz Z z^::>zzi удт при 70". Частая фильтрация и охлаждение
i-Z. *'."i'bz&riz* то*-хи плавления парафина производят следующим
Уу±1-:ж: Нг!:лые:с количество расплавленного парафина насасывают в тон-
riz± стеклянный капилляр и дают парафину застыть. После очистки
поверхности короткую капиллярную трубочку с налитой в нее каплей воды
укрепляют около ртути термометра и, погрузив вместе с термометром в химический
стакан, наполненный водой, медленно нагревают, внимательно наблюдая
и непрерывно помешивая изогнутой стеклянной палочкой. В тот момент,
когда парафин расплавится, отсчитывают температуру. Подробности см.
Кпссер (1927).
426. Шпее (1885) советует, особенно для резки лент, перегретый
парафин.
Приготовление: парафин с точкой плавления 50° долго
нагревают в расплавленном виде, пока он не примет желто-коричневой окраски?;
при этом образуются беловатые неприятно пахнущие пары.
427. Очень рекомендуется прибавлять к парафину небольшое количество
пчелиного воска; от этого он лучше режется и становится более гибким.
Ван-Вальзем (1894) на 100 г парафина (точка плавления 56°) берет 5 г
пчелиного воска. Кабш (1912), кроме того, прибавляет еще каплями при
помешивании 1% мастики (растворенной в небольшом количестве спирта).
Другие рекомендуют прибавлять немного касторового масла.
Для очень толстых срезов (свыше 25 ft) рекомендуется смесь,
предложенная Альтманом: парафина (60°) 425 г, стеарина 50 г, воска 25 г.
428. Мак-Клунг (1937) рекомендует в качестве наилучшего парафина
каучуковый парафин. Приготовление: мелко нарезанного
необработанного индийского каучука (India rubber), 1 часть, парафина,
расплавленного и подкрашенного до янтарного цвета асфальтом, 99 частей. Смесь в
течение 24—48 час. нагревают до 100°. Отстоявшуюся сверху жидкость
вычерпывают, а парафин охлаждают.
429. При прибавлении 1—10% «лаврового воска» твердость парафина
с точкой плавления 40—42° настолько возрастает, что он становится почти
сравнимым с 56-градусным (Бэркет по Мак-Клунгу, 1937). Прибавление
технической стеариновой кислоты также делает парафин с точкой плавления 52°
тверже и одновременно снижает его точку плавления (Уотермен, 1929).
430. Ортон и Пост (1932) употребляют для заливки гликолстеарат; он
обладает консистенцией воскр, плавится при 48,5° и легко воспринимает
воду. Поэтому объекты можно из воды помещать в такую расплавленную среду*,
где они остаются около 48 час. Срезы приклеивают белком с глицерином
и хлороформом освобождают от заливочной среды.
431. Пропитывание парафином проводят в термостате. Для этого
служит нагреваемый газом или электричеством ящик с двойными стенками
и дверцей. Пространство между двойными стенками заполняют водой или
глицерином. Постоянная температура поддерживается при помощи
терморегулятора.
Значительно лучше старых моделей новые круглые термостаты, в которых
выравнивание температуры производится не водной оболочкой, а благодаря
толстым алюминиевым стенкам. Эти термостаты отличаются быстротой
нагревания (около 1 часа), быстрой и легкой установкой различных температур,
крайне малым потреблением тока (благодаря отличной изоляции), а из-за
этого удобством включения, а также высокой точностью регуляции, (до
±0,25°, при температурах от 30 до 110°).' *
7*

too
Глава VI
Заливка
4r32. Лишь после того как парафин полностью пропитал препарат, его
заливают, а парафину дают застыть. В качестве формочки для средних
объектов целесообразно использовать два двуугольника (рамки для заливки) из
гладкого металла, которые ставят на гладко отполированную металлическую
пластинку размером приблизительно 10 х15 см (лучше всего из латуни или
меди). При помощи сдвигания углов можно варьировать величину и форму
рамки. Рамки для заливки не должны быть низкими. Употребляемые мною
рамки (длина короткой стороны 3 см, длинной стороны 8 см) имеют
высоту 17 мм.
В качестве подкладок можно использовать и стеклянные пластинки. Они,
однако, имеют тот недостаток, что для легкого отделения парафинового блока
их нужно каждый раз смазывать глицерином. При металлической пластинке
этого не требуется.
433. Заливку производят следующим образом: после того, как рамки
для заливки установлены на вычищенной основной пластинке,
приготовленный для заливки парафин нагревают приблизительно до .60° и .аккуратно
наливают до самых краев формы, стараясь не вносить при этом пузырьков
воздуха. Затем подогретым над горелкой металлическим шпателем переносят
в него заливаемый объект. После этого объект ориентируют, т. е. подогретой
препаровальной иглой приводят его в такое положение, в котором его
нужно будет потом резать. При этом обычно целесообразнее всего в качестве
будущей плоскости среза принять поверхность дна. Очень рекомендуется
п ридержйваться определенного способа ориентации объектов, так как
потом, когда парафин застынет и станет непрозрачным, часто уже нельзя
определить, как лежит препарат.
Наполненную парафином форму помещают на двух стеклянных или
металлических полосках в плоский сосуд (например, в фотографическую
ванночку 18 х24 см), так чтобы ее поверхность не касалась дна. Затем
кружкой осторожно, не брызгая, приливают в сосуд воду до верхних краев
рамок для заливки и дают парафину медленно застыть. Поверхность
парафина, таким образом, водой не заливается.
При этом способе поверхность застывающего блока кратерообразно
стягивается; середина же блока становится очень однородной по своим
свойствам и отлично режется. Важно, чтобы объект был полностью пропитан
парафином и чтобы парафин для заливки был доброкачественным и чистым.
434. В прежних изданиях я, как и другие авторы, рекомендовал после
того как на поверхности парафина застынет корочка, погружать форму так,
чтобы весь блок был окружен водой. Караччи также считал необходимым
вастывание под водой, так как парафин, застывающий на воздухе, становится
якобы менее гомогенным й не так хорошо режется. Позднее, однако, я
постоянно убеждался в том, что при застывании под водой внутренняя часть
блока становится неоднородной, рыхлой и содержит вакуоли; при заливке
описанным выше способом (см. 433) эти явления никогда не наблюдаются.
Поэтому я полностью отказался от применения способа заливки с
застыванием парафина под водой. Безусловно вредно для резки медленное
застывание на воздухе без охлаждения водой снизу. Хорошие парафиновые блоки
при падении на стол издают четкий звук, и поверхности среза не должны
<быт?> молочно-белыми и рыхлыми.
435. Кратерообразное стягивание поверхности блока, которое наступает
яри способе, описанном выше (см. 433), не вредит в том случае, если брать
рекомендованные выше высокие рамки для заливки, а также если более
крупные объекты располагать у краев формы. Для того, чтобы избежать
стягивания, нужно к застывающему парафину горячим шпателем каплями

Пропитывание и в оливка
iOi
добавлять парафин, чтобы поддерживать поверхность жидкой до тех пор,,
пока он постепенно не застынет, снизу.
436. Наилучшая температура воды для охлаждения 10—18°; при уш>-
треблении более холодной воды происходит стягивание блока с боков и снизу,
а при известных условиях даже образуются трещины.
437. Вместо рамок для заливки можно употреблять также коробочки
из бумаги или станиоля. Для очень мелких объектов в качестве формы удобно
пользоваться часовыми стеклышками (см. также 441). Весьма удобны
для заливки мелких и мельчайших объектов употребляемые для
акварельных красок маленькие четырехугольные фарфоровые ванночки, несколько
суживающиеся ко дну, размером 20x15x10 мм (Фри, 1927). Объекты,
подкрашенные при обезвоживании эозином, хорошо выделяются на белом
дне и легко могут быть ориентированы под бинокулярной лупой. После
застывания парафина в холодной воде в один или два угла ванночки
втыкают крепкую тупую иглу и вынимают парафиновый блок. Смазывание
глицерином не нужно.
438. Отметка мелких объектов. Для легкого нахождения мелких
объектов, которые часто после заключения в парафин плохо видны, следует при
заливке, когда парафин еще жидок, после ориентировки очертцть
подогретой препаровальной иглой вокруг объекта круг по застывающему
придонному слою парафина; он будет отчетливо виден на поверхности дна и
в готовом блоке. Таким же образом можно нанести отметку для
обозначения направления срезов.
Другой способ отметки—легкая подкраска объектов эозином в красный
цвет во время обезвоживания в спиртах возрастающей крепости.
439. Ориентировка мелких объектов. Для облегчения ориентировки на
дно формы, служащей для заливки, можно положить кусочек тонкой
пропитанной парафином бумаги (папиросной), на которой тушью нанесена
прямая черта. Затем при заливке препарат ориентируют так, чтобы
будущая плоскость среза лежала параллельно этой черте. Листочек бумаги
заливают вместе с препаратом. В дальнейшем, после того как блок зажат,
бумажку можно перёд началом резки удалить.
' 440. Мелкие объекты можно для резки точно ориентировать в
определенном направлении и по методу, предложенному Петерфи (1921b).
Для этого нужны маленькие целлоидиновые , пластиночки, которые
получают следующим образом: в стеклянной чашечке, залитой слоем
парафина, дают застыть в парах хлороформа слою 4-процентного целлоидина
высотой около 5 мм. Полученную таким путем пластинку нарезают на
маленькие, по возможности правильные, таблички, которые пропитывают
терпинеолом, и в нем же хранят.
Предназначенные для заливки объекты переносят через ряд спиртов
в 1-пррцентный метилбензоат—целлоидиновый раствор. После пропитывания
объект при соответствующем увеличении ориентируют на целлоидиновой
пластинке так, чтобы желательное направление среза соответствовало
определенному краю пластиночки. Затем объект подвергают для затвердения
15—30-минутному действию паров хлороформа и через бензол заливают
в парафин. Подобным же образом можно ориентировать на целлоидиновых
пластиночках и срезы, а затем еще раз нарезать в желательном направлении.
П. Майер (1916b) употребляет маленькие желатиновые пластиночки,
к которым объекты перед пропитыванием в парафине прикрепляют
раствором целлоидина в метилбензоате.
441. Мелкие объекты, не нуждающиеся в ориентировке, переносят
из абсолютного спирта в маленькие желатиновые капсулы, приобретаемые
в аптеке. Капсулы втыкают в выдолбленный кусок пробки, а объекты
обрабатывают дальше так, как если бы они находились в стеклянных пробирках»

102
Г льва: VI
Наконец, после полного пропитывания, парафин при помощи нагретой
пипетки сменяют на чистый заливочный, парафин и помещают капсулу
в- холодную воду. Здесь парафин застывает, и желатина легко от него
отделяется (П. Майер, 1916а). Другой метод, предложенный Беляром для мель-
чайших объектов, описан ниже. (см. 2388).
О дальнейшей обработке залитого в парафин материала см. 482 и 533.
ЗАЛИВКА В ЦЕЛЛОИДИН
442. Для получения наилучшего результата при целлоидиновой заливке
необходимо тщательное обезвоживание объекта и приготовление
целлоидинового раствора на безводном эфире и спирте. По Апати, лишь безводные
растворы обладают необходимой способностью к. проникновению и лишь
безводный целлоидин может без преждевременного застывания уплотниться
до 16-процентной концентрации, которая необходима для получения срезов
толщиной 5—10 jjl. Если обезвоживание недостаточно полно, то удаются,
большей частью, лишь срезы толщиной 15—20 р., но и они часто не дают
равномерной серии.
Приготовление растворов
443. Продажный целлоидин в плитках нужно прежде всего нарезать
на маленькие кубики (3—5 см3); их раскладывают в один слой на
фильтровальной бумаге и высушивают при комнатной температуре, предохранив
от пыли. Желтоватые, похожие на рог кубики можно сохранять про эапас
в хорошо Закрывающейся склянке.
По предложению Киссера (1934), легче, а потому и лучше всего, натирать
целлоидин, как редьку, на универсальной кухонной терке, служащей для
нарезания зелени, огурцов и свёклы и для натирания редьки; для последней
цели она на одной стороне снабжена мелкими торчащими зубчиками. Этим
способом получается чрезвычайно тонкая волокнистая масса, которая быстро
сохнет и благодаря своей измельченности очень легко растворяется.
Целлоидин представляет собой коллодиевую вату (в основном так
называемую динитроцеллюлозу); он растворяется в небольших количествах
спирт—эфира и в желеобразном состоянии в пластинках поступает в
продажу. Сухой, несмоченный целлоидин очень огнеопасен и взрывчат.
. .. Для заливки нужны 2-, 4- и 8-процентные растворы, которые
приготовляют в склянках с колпачками и хорошо притертыми стеклянными
пробками. Для приготовления 1 л 2-процентного раствора заливают в склянке
О колпачком 20 г высушенных целлоидиновых кубиков 500 слР безводного
спирта; хорошо закрытую склянку оставляют стоять на 24 часа, при частом
помешивании. За это время целлоидин сильно набухает, но сколько-нибудь
заметно не растворяется. Через 24 «часа еще раз хорошо взбалтывают и
прибавляют 500 см3 безводного эфира1, после чего набухший целлоидин
относительно быстро растворяется, особенно если бутылку с промежутками в
несколько часов попеременно ставить то горлышком вверх, то вниз. Так же
поступают при приготовлении 4- и 8-процентных растворов. Шлиф
колпачка на склянке нужно смазывать вазелином или замазкой для кранов.
Если целлоидину дать сперва набухнуть в спирте, то после этого он
переходит в раствор гораздо быстрее, чем при одновременном прибавлении
спирт—эфира. В одном эфире высушенный целлоидин не растворяется.
444. Под названием «целлоидин для гистологических целей, безводный»
выпускаются целлоидиновые плитки, состоящие из коллодиевой ваты и
абсолютного спирта. Поэтому его можно нарезать без предварительного
V Сокращенным названием «эфир» в настоящей книге обозначается этиловыи^фир.

Пропитывание и валивка
высушивания на тонкие стружки, которые сразу смешивают со
спирт—эфиром, в которой он растворяется, конечно, значительно быстрее, чем высу-г
шейный целлоидин. Перед приготовлением раствора плитку нужно взвесить.
Так как каждая плитка содержит 40 а коллодиевой ваты, то, вычитая из ее
веса 40 г, узнают количество содержащегося в ней спирта.
Пример. Нужно приготовить 1 л 4-процентного раствора. Вес плитки
iO-j г, т. е. 40 г коллодиевой ваты и 160 г абсолютного спирта; таким
:бразом, берут еще 320 г абсолютного спирта и 480 г эфира. v
445. Просто и быстро приготовляется целлоидиновый раствор при
употреблении цедуколя. Цедуколь представляет собой легкорастворимый
препарат клетчатки; тонкие белые хлопья слабо увлажнены 50-градусным
спиртом, который при хранении должен быть защищен от рысыхания.
Пакеты хранятся поэтому в прохладном месте, защищенном от прямого
солнечного света.
Для приготовления густого основного раствора содержимое одного
пакета, согласно указанному способу употребления, заливают 500 см*
смеси равных объемов эфира и абсолютного спирта. Растворение происходит
в течение нескольких часов, особенно если склянку через каждый час то
переворачивать вверх дном, то ставить на дно.
Если нужен безводный раствор, то хлопья цедуколя сперва
раскладывают на фильтровальную бумагу и высушивают. Цедуколь и в высушенном
состоянии растворяется значительно легче, чем обыкновенный целлоидин.
Содержимое одного пакета во влажном виде весит 75 г, в сухом—40 г.
Следовательно, приведенный выше основной раствор соответствует
8-процентному целлоидиновому раствору. Приготовление 4-процентного раствора:
1 часть основного раствора и 1 часть спирт—эфира; 2-процентного раствора:
1 часть основного раствора и 3 части спирт—эфира.
446. Таким же способом, как целлоидин, используют фотоксилин или
коллоксилин; эти вещества, однако, не дают существенных преимуществ/
447. Для приготовления растворов лучше всего использовать
безводный этиловый эфир (уд. вес 0,713). Обычный этиловый эфир перед
употреблением в большинстве случаев должен быть сначала очищен и
обезвожен. •
448. Очистка этилового эфира (серный эфир). Обычный продажный эфир
загрязнен водой, перекисью водорода, спиртом и другими веществами;
- перед приготовлением целлоидинового раствора прежде всего из эфира
должна быть Удалена вода. Вместо настаивания над прокаленным медным
купоросом лучше использовать следующий способ, часто применяемый хи-.
миками: прежде всего рекомендуется удалить основную массу воды путем
взбалтывания с 50-процентной серной кислотой. Для этого в эрленмейе-
ровской колбе приготовляют (осторожно!) смесь из 50 см9
концентрированной серной кислоты и 50 см3 дестиллированной воды, смесь охлаждают (!!)
и приливают в делительную воронку к 500 см3 очищаемого эфира; после этого
ее энергично взбалтывают. Затем отделяют серную кислоту, собравшуюся
внизу делительной воронки, а находящийся над ней эфир помещают в чистую
сухую коричневую склянку с колпачком. Для удаления остатков воды,
кислоты и спирта прибавляют 3—5 г металлического натрия в виде тонких
стружек или, еще лучше, в виде спиральных нитей или мелких шариков.
Для данных целей проще, но вполне достаточен следующий способ:
прежде всего эфиру дают 2—3 дня постоять над гранулированным хлористым
кальцием (одна полная горсть на литр). Затем эфир отфильтровывают, закрыв
воронку стеклянной пластинкой (осторожно ввиду огнеопасности; в
помещении не должцо быть открытого пламени; пары могут воспламениться и от
огня, находящегося на расстоянии от рабочего стола. Не курить!). После
этого кладут кусочки натрия (см. выше) и, чтобй мог уходМъ образующийся

104
Глава W
водород, склянку закрывают пробкой с насаженной на нее хлоркальциевой
трубкой. Через 2 дня в склянку вставляют обычную пробку.
Металлический натрий поступает в продажу в запаянных жестяных
банках; на воздухе натрий быстро покрывается белым налетом, поэтому
после вскрытия банки его нужно сразу перенести в хорошо закрытый
стеклянный сосуд, наполненный чистым бензином или бензолом; натрий должен
быть целиком покрыт жидкостью. В таком виде его можно хранить долгое
время.
Для ликвидации использованного натрия его обливают в чашке спиртом
(не водой!). При работе с натрием надевают защитные очки.
449. Испытание эфира. На содержание воды: 2—3 см*
эфира взбалтывают в пробирке с равным количеством сероуглерода; при
наличии воды появляется муть. На содержание спирта: к пробе
прибавляют немного анилинового фиолетового; эфир, лишенный спирта,
остается неокрашенным. На содержание кислоты: лакмусовая
бумажка или прибавленная капля лакмусовой настойки окрашиваются
в красный цвет.
Проведение целлоидиновой заливки
450. Спирт—целлоидиновый метод (по Апати).
а. Препараты, тщательно обезвоженные в абсолютном спирте, сперва
переносят в безводный спирт—эфир, который приготовляют, Смешивая
равные объемы эфира и спирта.
б. Через 4—6 час. смесь сливают и заменяют 2-процентным раствором
целлоидина. Через 2 дня препараты переводятся в 4- и еще через 2 дня в
8-процентный раствор, в котором их оставляют на 4—8 дней.
Эти сроки годятся для хорошо пропитывающихся объектов толщиной
3—4 мм. Более крупные препараты и препараты с очень плотной
структурой (например, связки, кости) должны находиться р 2- и 4-процентном
растворе от нескольких дней до нескольких недель.
Величина склянок для пропитывания препаратов должна быть
рассчитана так, чтобы нужное количество раствора по возможности заполняло
их. Склянки должны плотно закрываться пробкой. Целесообразно поставить
их затем в эксикатор, заряженный хлористым кальцием.
в. После достаточного пропитывания препараты переносят в сосуд
для заливки вместе ф 8-процентным раствором целлоидина. После
ориентировки препаратов чашечки ставят в эксикатор с серной кислотой, где
целлоидиновый раствор сгущают наполовину, т. е. до концентрации
16-процентного раствора (сгущение).
Для получения доброкачественных целлоидиновых блоков большое
значение имеет равномерное течение процесса сгущения, так как в противном
случае придонный слой блока остается слишком мягким. Поэтому сгущение
не должно протекать слишком быстро, для чего сосуд для заливки время
от времени на полчаса прикрывают крышкой. Важно соотношение между
количеством целлоидина, с одной стороны, и воздушным пространством
эксикатора и величиной поверхности серной кислоты—с другой. Чем больше
оба последние фактора, тем скорее протекает процесс и тем труднее получить
равномерное сгущение. Ввиду этого целесообразно сосуд для серной кислоты
брать не слишком большим и в зависимости от числа препаратов
употреблять эксикаторы большего или меньшего размера.
Количество 8-процентного целлоидинового раствора нужно
соразмерить так, чтобы и после сгущения наполовину над препаратом оставался
слой 2—3 мм высотой. Если объекты лежат слишком близко к поверхности,
то они часто сильно деформируются под влиянием давления, возникающего

ПропитываНиё и заливка
105
при сжатии. Добавочное доливание целлоидинового раствора
нецелесообразно.
Для того чтобы можно было точно установить степень сгущения, на
наружную сторону сосуда для заливки наклеивают полоску миллиметровой
бумаги, на которой отмечают начальную высоту и высчитанный по ней
конечный уровень жидкости.
Если.при сгущении на поверхности целлоидина вскоре образуется
плотная пленочка, то это значит, что целлоидин не безводен. В этом случае обычно
уже нельзя добиться оптимальной резки блока. Для того, чтобы сгущение
происходило и в частях, лежащих в глубине, а также во избежание
образования пустот, пленочку следует отделить ножичком от края сосуда для
заливки.
Если на последней стадии сгущения появляются мешающие пузырьки
воздуха, то положение можно исправить, прибавив немного безводного
спирт—эфира (смесь равных количеств) и прикрыв на несколько часов
сосуд для заливки. Тогда пузырьки воздуха или сами поднимаются на
поверхность целлоидина, или легко удаляются препаровальной иглой.
Целлоидиновый раствор снова становится однородным, и сгущение продолжается
до первоначально намеченного объема.
г. Когда целлоидиновый раствор наполовину сгустится, сосуд для заливки
ставят в стеклянную чашку с крышкой. На дно чашки наливают
70-градусный спирт слоем 5—10 мм и ожидают в течение нескольких часов, пока
на поверхности целлоидина под влиянием содержащих -воду паров спирта
не возникнет пленочка (предварительное уплотнение). При этом наступает
дальнейшее уменьшение объема целлоидина, которое, смотря по
надобности, может быть то более, то менее значительным. Наконец, сам сосуд
для заливки заполняют 70-градусным спиртом, который воспринимает
остатки находящегося в целлоидине абсолютного спирта и вызывает
дальнейшее отбухание, а тем самым и уплотнение целлоидина. Через 24 часа он
становится настолько твердым, что препарат можно обвести кругом ножом
и осторожно вынуть из чашки. Полученный таким образом блок для
дальнейшего уплотнения держат еще несколько дней в 70-градусном спирте, объем
которого должен в несколько раз превышать объем блоков. В этом спирте
можно и сохранять блоки. Еще сильнее уплотняет целлоидин смесь из 1 части
глицерина и 2 частей 70-градусного спирта.
Наступающее при предварительном уплотнении дальнейшее
уменьшение объема может быть прекращено, если уплотненный целлоидин
подвергнуть действию паров хлороформа, а не спирта. Для этой цели сосуд
для заливки помещают в чашку с крышкой, дно которой покрыто на 3—5 мм
хлороформом. Через 24 часа целлоидин под влиянием паров хлороформа
равномерно застывает-, после чего блок вырезают и дополнительно уплотняют
еще 2—3 дня в 70-градусном спирте или спирт—глицерине.
Об изготовлении блоков см. 464, о резке 510.
451. Способность к пройикновению у целлоидинового раствора весьма
невелика; поэтому может легко случиться, что препараты окажутся
недостаточно пропитанными целлоидином. В этом случае поверхность среза
залитого препарата будет не гладкая, а шероховатая. Особенно плохо
проникает целлоидин в препараты, содержащие пикриновую кислоту (о методах
устранения этого недостатка см. выше, 306).
452. Чтобы ускорить проникновение целлоидина, Шаффер, Вольф и
другие помещают объект, находящийся в склянке, хорошо закрытой корковой
пробкой, во вращающийся барабан (см. 195) или в гидравлическое колесо
(по Тома).
453. Степень сгущения (см. 450, в) и предварительного уплотнения
(см. 450, г) имеет решающее значение для твердости и способности к резке <

Щ Глава У J
будущего блока. Если в результате преждевременно прерванного процесса
или из-за содержания в целлоидиновом растворе воды сгущение было
недостаточным, то и все дальнейшие уплотнения блока больше не помогут. При
употреблении безводных растворов придерживаются, как указано выше,
прописи Апати о сгущении 8-процентного раствора до половины своего
объема. Этот 16-процентный целлоидиновый золь, если строго придерживаться
прописи, еще обладает свойствами вязкой жидкости. Если он имеет вид
трясущегося студня, то это указывает на его недоброкачественность,
связанную с наличием воды. При таких не столь тщательно приготовленных,,
содержащих воду растворах сгущение нужно продолжать до тех цор, пока
целлоидин не приобретет консистенции мягкой школьной резинки. Затем—
уплотнение в спирте или спирт—глицерине. Готовый блок должен иметь:
консистенцию твердой резинки.
454. Секи (1937с) на поверхность сгущаемого целлоидина в течение
15—30 мин. направляет пары воды из эрленмейеровской колбы через
изогнутую стеклянную трубочку; цри этом сразу образуется тонкая пленочка.
Затем он наливает сверху для уплотнения 70-градусный спирт, смешанный
с хлороформом (10 : ЗУ Через 24 часа блоки следует еще дополнительно,
уплотнять в течение нескольких дней 70-градусным спиртом.
455. В качестве сосудов для заливки используют стеклянные чашечки
с вертикальными стенками и плоским дном. В запасе держат некоторое
количество таких сосудов разной величины. Апати советует употреблять,
стеклянные колечки с пришлифованными пластинками для дна и крышки.
Цри спирт—целлоидине колеч^ приклеивают гуммиарабиком, при
уплотнении целлоидина—хлороформ—парафином, при желатиновой
заливке—гвоздичным маслом с целлоидином. В качестве эксикатора Апати применяет
стеклянный колокол, пришлифованный к матовой пластинке из зеркального
стекла.
456. Цах (1938) переносит объекты, лежащие в 8-процентном
целлоидиновом растворе, в эксикатор, заряженный хлористым кальцием. Каждые
12 час. эксикатор открывают, сосуд для заливки и реактив для сушки
вынимают и изгоняют пары эфира. После этого сосуд для заливки и хлористый
кальций, увлажненный спиртом, вносят обратно, а эксикатор закрывают.
Через 2—3 дня вследствие потери эфира целлоидин принимает вид мягкого
студня. Образующуюся на поверхности пленочку следует отделить от стенок
ножичком. Когда при проветривании замечают, что воздух уже слабо пахнет
эфирщ^ то приступают к освобожденшо целлоидина от абсолютного спирта.
Это осуществляют таким образом, что каждые 12 час. хлористый кальций,
•пропитанный парами спирта, извлекают из эксикатора и поджигают. После,
того как спирт сгорит, хлористый кальций кладут обратно в эксикатор. Так
делают до.тех пор, пока целлоидин не приобретет «определенную мягкую
плотность». О дальнейшей обработке см. ниже (461).
То, что Цах не получал хороших результатов "по методу,
разработанному Апати (см. 450), связано, вероятно, с тем, что он, очевидно, работал
с неполностью обезвоженными растворами.
457. Метанол—целлоидин по Секи (1937). Секи установил сравнительными
исследованиями, что раствор целлоидина в метиловом спирте проникает,
в ткань лучше и быстрее, чем обычный раствор на этиловом спирте. Другое
преимущество он обнаружил в меньшем сжатии. Употребляются 2-, 4- и 8-
процентные растворы целлоидина или цедуколя в безводном метаноле.
Методика: а) препараты, зафиксированные и проведенные, как
обычно, через ряд спиртов, из 95-градусного этилового спирта переводят
в безводный метанол на 24 часа; б) 2-процентный метанол—целлоидин, 1 день;
щУ 4-процентный метанол—целлоидин, 2 дня; г) 8-процентный метанол—
целлоидин, 4 дня; д) объект переносят в сосуд для заливки с 8-пррце£тцым'

Пропитывание и эаливка
10Ъ
раствором целлоидина и образуют на нем струей водяного пара поверхностную
пленочку (см. 454); е) наливают сверху смесь 3 частей хлороформа и 10частей
70-градусного этилового сппрта. 1 день (для железистой ткани до 6 дней);
жидкость для уплотнения по объему должна по меньшей мере вдвое
превышать: массу блока; ее один раз сменяют; ж) вырезают блок, обладающий
консистенцией мягкой школьной резинки, и дополнительно уплотняют
60—70-градусным этиловым спиртом в течение нескольких дней. Срезы
можно получать не тоньше 8 р..
Потребление метанола (метиловый спирт), а также наружное
употребление его или вдыхание больших количеств очень вредно для здоровья'
и часто приводит к расстройству зрения и слепоте.
458. Глицерин— целлоидиновый Atemod. Вольф (1939) рекомендует
обезвоживать препараты не спиртом, а глицерином, а затем прямо пропитывать
целлоидином., Вольф отмечает быстроту и простоту метода, а также и
полноту пропитывания целлоидином, что я, со своей стороны, могу подтвердить.
Методика: а) объект после отмывки фиксирующей жидкости
помещают, прежде всего, на 6 час. в обычный глицерин (уд. вес 1,23 или 27—
28° Боме); объекты с большими полостями проводят, во избежание
сморщивания, через постепенно возрастающий ряд смесей воды с глицерином;
б) переносят в безводный глицерин (уд. вес 1,26 или 31° Еоме), сосуд с
которым следует хорошо закрывать, 6 час; в) тщательно обсушивают препарат
мягким хорошо выстиранным платком; избыток глицерина должен быть,
по возможности, удален с поверхности црепарата; г) подвешивают препарат
в 8-процентном растворе целлоидина так, чтобы глицерин мог опускаться
на дно на 2 дня; при этом важно, чтобы в одном сосуде не было слишком
много объектов (на один препарат размером 3x6x6 мм нужно рассчитывать
10—20 см? 8-процентного раствора); д) заливка (см. 450, в и г).
Сроки приведены для объекта указанной выше величины. Для более
крупных или очень плотных препаратов они должны быть соответственно
увеличены.
459. Пиридин—целлоидиновый метод. К. Бауэр (1841) переносит
фиксированный формалином объект из воды сразу в смесь равных частей пиридина
и целлоидина (4-процентный раствор на безводном спирт—эфире), которую
через 24 часа обновляют. Еще через 24 часа куски переносят на 24 часа в чистый
8-процентный раствор целлоидина. Затем обычная заливка в целлоидин
и. уплотнение парами хлороформа. Прридин вызывает значительное
ускорение проникновения целлоидина. Сжимающее действие пиридина, по данным
Бауэра, сглаживается целлоидином.
Подобным же образом Бауэр сокращает срок заливки в парафин. При
этом объекты из воды переносят в пиридин—воду (1 : 1) и а листый пиридин
на 12 час. в каждый; далее на такой же срок в пиридин—парафин (1 : 1);
затем в парафин с низкой точкой плавления и дальше в твердый парафин,
как обычно. При этом способе наступает слишком сильное сжатие.
460. Масляно-^целлоидиновый метод. Объекты, залитые в
спирт—целлоидин, следует сохранять в спирту р резать при постоянном смачиваний
спиртом. Чтобы избежать связанных с этим неудобств, спирт разными
способами заменяли несохнущими маслами. Среди различных методов на первом
месте стоит способ, разработанной Апати. Заливка вначале проводится как
при спирт—целлоидине (см. 450, а—г). Затем блок, уплотненный в 70-градус-
ном спирте,^омещают в 90-градусный спирт. Через 24 часа блок
обезвоживают в следующей сохраняющейся неограниченно долгое время масляной
смесп (коричневая склянка!): 4 весовые части хлороформа, 2 весовые части,
орпганового масла, 4 весовые части кедрового масла, 1 весовая часть абсо-.
лютного спирта, 1 весовая часть кристаллов карболовой кислоты. Все
составные части должны быть безводными. Когда блок станет вполне прозрачным,

108
Глава VI
(без мути), масляную смесь через каждые 24 часа дважды сменяют. Масляная
смесь, вобравшая в себя воду, может быть вновь обезвожена прибавлением
прокаленного сернокислого натрия. После этого блоки поступают в
безводный терпинеол, который для удаления масляной смеси 1—2 раза сменяют.
Пропитанные им блоки могут сохраняться или в терпинеоле, или сухими
в закрытых стеклянных трубках. Так как масло совершенно просветляет
целлоидин, то часто бывает полезно его слегка подкрасить. Для этой цели
к 70- или 90-градусному спирту прибавляют немного спиртового раствора
сафранина. (О наклейке и резке блоков см. 486, 504, 511, 558 и 567.)
Если при пропитывании работают с безводными растворами, то на
воздухе не наступает сжатия блоков; блоки, содержащие воду или
недостаточно сгущенные, при резке крошатся или мнутся и оказываются
малопригодными.
4<6L Цах (1938), несколько упрощая процедуру, переносит объекты,
обработанные по методу, описанному выше (см. 457), сперва на 24 часа в 1—2
раза сменяемый 90-градусный спирт, затем на такой же срок в 90-градусный
спирт—терпинеол 3:1, спирт—терпинеол 1:1 и, наконец, на несколько
дней в чистый терпинеол, который для удаления спирта несколько раз^
сменяют.
462. Маслят—целлоидиновый метод Иордана. Кусочки, обработанные
предварительно, как обычно, безводным спиртом и спирт—эфиром,
пропитывают целлоидином (см. 450); при этом к 2- и 4-процентному растворам
целлоидина прибавляют на каждые 4 части 1 часть кедрового масла (для 8-
процентного—на каждые 5 частей). Затем помещают объект, находящийся
в густом растворе, в формочку из бумаги, недолго уплотняют в парах
хлороформа (до образования корки) и переносят в уплотняющую жидкость,
состоящую из 5 частей безводного хлороформа и 1 части кедрового касла, которую
несколько раз сменяют. Через несколько дней блок достаточно уплотнен.
После насадки блока и приклеивания гвоздичным маслом с целлоидином
(см. 486) блок переносит для уплотнений обратно в смесь хлороформа с
кедровым маслом.
ЗАЛИВКА В ЦЕЛЛОИДИН—ПАРАФИН
463. Во многих случаях целесообразно пользоваться целлоидин—пара-
финовым методом, который сочетает преимущества парафиновой заливки
с преимуществами целлоидинового способа. Этот метод особенно
рекомендуется для нежных объектов, которые при парафиновой заливке легко сжимаются
(например, мезенхимные ткани, очаги кроветворения и т. п.). В зависимости
от степени сгущения целлоидина и от точки плавления парафина 'можно
получить различную плотность блока. Для срезов толщиной 10—15 р.
ненужно доводить сгущение целлоидина до степени, достигаемой при спирт—
целлоидине. В этом случае целесообразно также брать более мягкий парафин,
например, с точкой плавления 50—52°. Напротив, сильное сгущение и
твердый парафин дают возможность получать без деформации срезы даже 1р*
толщиной. Из имеющихся в литературе способов приведем нижеследующие.
Наиболее точным из них является метод Апати, который позволяет широко
приспосабливаться к толщине срезов. Во многих случаях достаточны, однако,
и более простые методы, например, метод Пфуля.
464. Целлоидин—парафиновый метод по Апати. Объекты прежде всего
проводят через,спирт—эфир (см. 450, а и б) и на соответствующие сроки
помещают в 2-, 4- и 8-процентный растворы целлоидина. Если желательно
получать срезы в 1—5 р., то раствор сгущают до 16% (см. 450, в). Для более
толстых срезов сосуд для заливки ставят уже с 8-процентным раствором
целлоидина (в известных условиях даже с 4-процентным) в хорошо
закрывающуюся чашку, дно которой на несколько миллиметров покрыто хлорофррмом

Пропитывание и валивка
109
«(таким образом обходятся без спиртового уплотнения). От паров
хлороформа целлоидин за несколько часов настолько уплотняется, что его можно
нарезать на отдельные блоки, которые затем снова на 24 часа помещают
в хлороформ. Из хлороформа для удаления последних следов воды срезы
переносят на 24 часа в масляную смесь (см. 460). После этого как смесь,
так и содержащийся еще в объекте спирт удаляют многократно сменяемым
бензолом. Затем блок кладут в горячий парафин, по меньшей мере, на 24 часа.
Наконец блок вынимают из парафина, помещают между двумя предметными
ютеклами и погружают в холодную воду или же обычным путем заливают
в парафин.
Масляно—целлоидиновый и целлоидин—парафиновые методы, по Апати,
•очень удобны и в случае трудно режущихся объектов (как, например,
насекомые; Сикора, 1916).
Масляно—целлоидиновые блоки (по Апати) легко могут быть превращены
в парафин—целлоидиновые блоки. Для этого перед парафиновой заливкой
нужно удалить терпинеол бензолом. Однако предварительно блоки должны
•быть обезвожены масляной смесью.
465. Вассерман (1921) использует целлоидин—парафиновый метод
для заливки очень мелких объектов. Для этой цели он употребляет маленькие
отрезки стеклянных трубочек, длиной 7 мм и поперечником 4 мм. Плоско
отшлифованные концы трубочек приклеивают парафином к стеклянной пла-
-стинке. Объекты, находящиеся в спирт—эфире, переносят широкой пипеткой
в такую камеру; жидкость отсасывают капиллярной пипеткой до
незначительных следов и заменяют 3-процентным раствором целлоидина, который
в закрытой чашке в течение нескольких дней сгущается наполовину. Затем
уплотнение хлороформом, снятие трубочек и выдавливание застывшего
целлоидинового блока деревянной шпилькой; после дальнейшего 12-часового
пребывания в чистом хлороформе блок вырезают и через хлороформ—парафин
заливают в парафин.
466. Пфуль (1840) помещает, как обычно, объекты через спирт—эфир в 2-
и 4-процентный целлоидин. После многодневного пребывания в целлоидине
их помещают прямо в хлороформ, где они находятся до тех пор, пока не по-
тоЬут; затем для удаления последних следов воды объекты переносят в свежий
карбол-ксилол; далее—в бензол (2 раза сменяют), бензол—парафин, мягкий
парафин (2 раза сменяют, второй всегда свежий) и твердый парафин. Этим
простым методом я получал хорошие результаты. Рекомендуется перед
помещением препаратов в хлороформ дать целлоидину хорошо стечь.,Нужно,
далее, учитывать, что после некоторых'фиксаторов препараты в хлороформе
не опускаются вниз даже при полном пропитывании. Вместо кцрбол-ксилола
я употребляю карбол-бензол (10 : 100). Помещение в мягкий парафин часто
излишне.
Комбинированная целлоидин-парафиновая
заливка по Секи (1937): а) препараты из 95-градусного спирта
переносят на 24 часа в безводный метанол; б) метанол—этиловый эфир, 12 час;
в) 1-процентный раствор целлоидина в метанол—этиловом эфире (1*: 1),
от 12 час. до 4 дней в зависимости от величины; г) объект переносят в сосуд
для заливки и сгущают целлоидин в эксикаторе, приблизительно на 2/в
его объема; д) уплотнение в парах хлороформа, 24 часа; е) вырезают
целлоидиновый блок и обезвоживают в безводном изобутиловом спирте
в течение 12—24 час. (2—3 раза сменяют); ж) переносят в бензол на
3—5 час. (1—2 раза сменяют); з) бензол—парафин при 35—45°, 30-—60 мин.;
и) парафин.
Секи рекомендует жидкий раствор целлоидина, так как в
концентрированном объект после парафиновой заливки легко делается слишком твердым
и в дальнейшем трудно режется и плохо расправляется.

110
Глава VI
ЗАЛИВКА В ЖЕЛАТИНУ
467. Методы заливки в желатину можно разделить' по технике и области
применения на две совершенно различные группы: метод, предложенный
Апати, и метод, введенный Гаскеллом, усовершенствованный затем Греффом
(1916, 1918), Адрионом (1922), Геринга и тен Берге (1923) и др. Из разных
сортов желатины я особенно рекомендую порошкообразную.
При выборе метода нужно принимать во внимание следующее. При
методе Апати объекты доводят до абсолютного спирта и подвергают
нагреванию до 60°; таким образом, этот метод не годится для изучения жировых
и липоидных веществ. Однако, по Апати, этим методом удается сохранить
в совершенно несжатом виде бесструктурное межуточное основное вещество
тканей. Ввиду отсутствия изменения формы он также весьма рекомендуется
для реконструкций. Толщина-объектов не должна, однако, превышать %мм.
Для общего употребления метод несколько громоздок. Чтобы обойтись без
последующей окраски, лучше всего производить окраску кусочков.
При методе Гаскелла действие спирта и других растворяющих жир
веществ так же. как и нагревание выше 38°, полностью исключаются. Залитые
объекты лучше всего резать на замораживающем микротоме. При правиль-
оой технике без труда удается получать безупречные срезы толщиной 7—10
даже из очень рыхло построенных тканей, например, из семенника. Из
модификаций метода Гаскелла очень рекомендуются модификации,
предложенные Греффом (1916, 1918), а также Геринга и тен Берге (1923). При первой
модификации желатина становится нерастворимой в воде, так что ее можно
удалить из срезов только щелочью (Бемиг, 1928), что в некоторых
отношениях невыгодно. Наоборот, вторая модификация дает возможность после
.заклейки срезов удалять желатину вплоть до минимальных ее остатков
просто теплой водой.
468. Метод Апати.
а. Приготовление массы для заливки. 50 г желатины в тонких сухих
листках растворяют в 175 а дестиллированной воды и 25 г глицерина,
фильтруют в термостате и *ам же уплотняют над хлористым кальцием до полного
испарения воды. Эту массу, которую в тепле можно еще вытягивать в нити,
охлаждают и нарезают на маленькие кубики; в таком состоянии
она может неограниченно долго сохраняться в хорошо закрывающейся
склянке.
б. Пропитывание и заливка объекта. Объекты, предварительно
доведенные до 96-градусного* спирта, прежде всего должны быть освобождены от
спирта и'постепенно переведены в глицерин с водой (4 объемных части
глицерина, 5 объемных частей воды). Во избежание сжатия на глицерин с водой
можно наслоить дестиллированную воду, 35-, 70- и 90-градусный спирт
й дать объекту постепенно опускаться вниз (это может длиться несколько
дней). Наконец, для удаления всяких следов спирта смесь глицерина с водой
многократно сменяют. Затем к смеси глицерина с водой прибавляют равный
объем желатинового раствора; последний приготовляют растворением 3 частей
описанной выше желатиновой массы в 7 частях теплой воды. Объект в этом
растворе, налитом в пробирку с корковой пробкой, оставляют, по меньшей
мере, на 24 часа при 40°. После этого его выливают в сосуд для заливки,
который ставят в большую хорошо закрывающуюся стеклянную чашку, на
дно которой положен хлористый кальций. Затем чашку снова помещают
в термостат при 55—60°. Далее раствор уплотняют до тех пор, пока он не
сконцентрируется до половины первоначального объема. После этого сосуд
вынимают из термостата и дают раствору застыть. Таким образом получают
массу, содержащую 1 часть желатины, 3 части глицерина й 1 часть воды.
Для резки эти отношения наиболее подходящи. Если в массе слишком много

Пропитывание и валивка
•lit
воды, то потом в спирте наступает сжатие; если же воды слишком мало,
то вещество- становится слишком твердым. х
Застывшие блоки нарезают на стеклянной; пластинке, смазанной
жидким парафином; при этом ножом, смоченным маслом или жидким парафином,
нужно надавливать, а не протягивать. Блок целесообразно делать не толще-
5—6 мм. Затем его укрепляют булавкой на нижней стороне корковой пробки,,
вставляемой в пробирку, содержащую около 50 см? абсолютного спирта,
который постепенно удаляет глицерин., и воду. Через 24 часа препарат
таким же способом помещают в новый безводный абсолютный спирт. Таким
образом его уплотняют в течение нескольких дней (на каждый миллиметр
1 день). После этого пробку с блоком и булавкой насаживают на пробирку,,
наполненную терпинеолом. Спирт в течение такого же количества дней
замещается маслом, и блок становится годным к резке. О наклейке и резке
см. ниже (487 и 511).
При подобной заливке материала можно избежать каких-либо его
деформаций даже при толщине срезов 1—2 р.. Это делает метод полезным,
особецно при реконструкциях.
469. Метод Гаскелла—Греффа.
а. Приготовление массы для заливки. Нужен как жидкий
(12,5-процентный), так и густой (25-процентный) раствор желатины. Для приготовления
последнего 25 а тонкой, нарезанной кусочками желатины растворяют на
Ьодяной бане (при 37°) в 75 см? 1-процентной карболовой воды (в закрытом
сосуде, чтобы избежать испарения). Жидкий раствор получают, разбавляя
1 часть густого раствора 1 частью карболовой воды. Приготовленные в
большом количестве растворы разливают в отдельные пробирки и т. п. порциями,,
достаточными для одной заливки. Каждая такая порция может быть исполь^
вована только один раз, так как желатина тем хуже застывает, чем чаще-
она расплавляется.
б. Пропитывание и заливка. Кусочки органов не толще 3 мм должны
быть прежде всего основательно отмыты от фиксирующей жидкости
24-часовой промывкой в проточной воде. Лишь после этого их.кладут на 6—
> 24 час. в жидкий и, по меньшей мере, на такой же срок в густой раствор-
желатины при 37°, иначе без предварительной промывки желатина
свертывается и хорошее пропитывание не получается. Затем кусочки помещают
в форму для заливки (бумажная коробочка и т. п.) в густой раствор желатины,
которому дают как можно быстрее застыть (если можно в холодильнике).
Минут через 30 блок вырезают, подсушивают на воздухе до консистенции
школьной резинки средней твердости и помещают для уплотнения на 1—2 дня
в достаточное количество раствора формалина (1 : 4). Для более^ длительного
хранения его переносят в раствор формалина 1 : 10. Если желатиновый
блок уплотняют формалином слишком рано, то он делается скользким или
ломким.
Для резки блок после 12—15-минутной промывки в воде медленно
замораживают на замораживающем микротоме, для чего подают углекислоту
через значительные интервалы, пока объект не станет твердым. Если
углекислота дается в слишком большом количестве или слишком быстро, то-
препарат перемораживается и не режется. Чтобы избежать отскакивания
блока, между ним и столиком микротома помещают немного жидкого
раствора желатины или кусочек смоченной фильтровальной бумаги. Желатина-
вамерзает несколько медленнее, чем обычные кусочки ткани. Блок часта
режется лучше, если после первого замораживания дать ему оттаять,,
а затем вновь заморозить (Адрион). При правильной технике удается
получать срезы толщиной не более 10 \х. Срезы собирают в 30-градусный
спирт или воду. Они могут длительно храниться в растворе формалина
1 . 10—20.

112 Глава VJ
Если желательно резать без замораживания на санном микротоме,
то готовый блок приклеивают густым раствором желатины к деревянному
блоку, уплотняют 12—24 часа в формалине (1 : 4) и режут, смачивая нож
30-градусным спиртом.
470. При всех методах с формалиновым уплотнением желатина
становится нерастворимой в воде. Для того чтобы все же удалить ее из препаратов,
Бёмиг (1928) помещает срезы в 10-процентный едкий натрий или калий,
в котором желатпна растворяется в течение 30 мин. (в термостате уже через
10—20 мин.; смотреть на черном фоне). Затем промывка в многократно
сменяемой воде 1—2 часа. По Бёмпгу, на окрашиваемость эта обработка не влияет.
Недостаток метода состоит в том, что приклеенные препараты, как бы их
ни приклеивали, в щелочи всплывают.
471. Метод Геринга и тен Берге. Метод, предложенный Геринга и тен
Берге, особенно выгоден тем, что при нем желатина без труда может быть
вновь удалена из готовых препаратов. Методика: а) препараты,
фиксированные в формалине, промывают в течение 2—6 час. в проточной воде;
б) помещают в 10-процентную желатину на 2—5 час при 37°; затем переносят
в 15—20-процентную желатину; в) когда пропитывание закончится (через
2—5 час.) заливают в 15—20-процентную желатину в сосуде, омываемом
холодной водой. После застывания желатины иногда уже через 15—30 мин.
можно без дальнейшего подсушивания сразу же вырезать блок и резать
его на замораживающем микротоме. Срезы собирают в тимоловую воду
{см. 472); г) срезы переносят стеклянной палочкой в чистую воду; при этом
они расправляются. Если не получается хорошего расправления, то воду
нужно сменить, так как на ее поверхности постепенно скопляется тонкий
слой тимола; д) расправленные срезы переносят на предметное стекло,
предварительно покрытое для приклейки тонким слоем 3-процентной желатины
{см. 473); е) накладывают несколько слегка смоченных полосок
фильтровальной бумаги, по размеру соответствующих предметному стеклу. На некоторое
количество сложенных вместе предметных стекол кладут сверху 2—3
свинцовых грузика и помещают на 10 мин. в термостат при 37°; ж) предметное
стекло, на котором лежат полоски бумаги, ставят отвесно в воду при 37—
40°. Полоски бумаги соскальзывают со срезов, желатина растворяется, что
можно легко контролировать, наблюдая срезы против света (см. 474); з)
окраска срезов в разбавленных растворах красителей. Затем промытые и по
возможности освобожденные от воды срезы помещают в желатиновый бальзам
(см. 475), после чего препараты кладут еще на 10 мин. в термостат (37°).
472. Приготовление о*селатинового раствора. Для получения хорошего
результата имеет большое значение применение желатины соответствующего
качества. Геринга и тен Берге используют желатиновый порошок (см.
также 467). В" качестве растворителя служит тимоловая, вода. После
20-минутного набухания в тимоловой воде желатину растворяют на водяной бане
при 37° и фильтруют через воронку, согреваемую горячей водой. Этим
способом приготовляют 10- и 20-процентный растворы.
На основании моего опыта, для составления желатинового раствора
лучше брать вместо тимоловой воды 1-процентную карболовую воду, так как
на тимоловой желатине не всегда подавляется рост микробов.
Приготовление тимоловой воды. Небольшое
количество тимола растворяют в воде цри температуре около 50°. После
охлаждения фильтруют. Раствор дезинфицирует и снижает поверхностное
натяжение.
473. Подготовка предметных стекол. На поверхность предметного стекла
кисточкой намазывают тонкий слой 3-процентного раствора желатины
{желатина для наклейки). После высыхания на воздухе такие стекла
погружают на 2 часа в 5-процентный раствор Na3S04; от этого желатина*

Пропитывание и ааливка
становится менее растворимой. Затем хорошая промывка в водопроводной
и дестиллированной воде и высушивание на воздухе. После этого предметные
стекла могут храниться без вреда неограниченно долго.
Я обнаружил, что срезы очень хорошо пристают также и к предметным
стеклам, обработанным белком по способам, описанным ниже (см. 546,
а и в). Перенос срезов на стекла и т. д., как описано выше (см. 471, д—ж).
474. Освобождение срезов от желатины. Если срез слишком долго
остается погруженным в теплую воду, то он всплывает. То же
происходит, если полоски фильтровальной бумаги были слишком влажными или
пребывание в термостате было слишком кратковременным.
475. Приготовление желатинового бальзама. 26 г кристаллической
левулозы растворяют на водяной бане при 55° в 15 см3 дестиллированной
воды. После охлаждения прибавляют 1,125 ^желатины, дают ей набухнуть,
растворяют при 50°, добавляют 0,075 г калийных квасцов и фильтруют.
(Можно хранить про запас.) Для употребления разжижают при 37° около
1,25 см3 застывшей смесп п добавляют к ней 2 капли неразбавленного
формалина. После прибавления формалина желатиновый бальзам не следует
слпшком сильно охлаждать, так как, раз свернувшись, он разжижается
с трудом и лишь при более высокой температуре. Лучше всего приготовлять
раствор в остроконечных центрифужных пробирках и, закрыв
корковой пробкой, хранить в термостате (37°). Показатель преломления при 15°
равен 1,464.
В препаратах, заключенных в желатиновый бальзам, с течением времени
может наступить кристаллизация. Этого можно избежать окантовкой краев
свежезаключенного препарата. Для уничтожения кристаллов препараты
помещают при 37° в чашку Петри с влажной фильтровальной бумагой
(Геринга, 1931).
476. Хранение желатиновых- блоков. Некоторое время желатиновые
блоки можно хранить в хорошо закрытых банках. Однако нередко, особенно
при употреблении тимол—желатины, наступает разжижение. Поэтому, во
избежание растворения желатины, надежнее сохранять блоки в растворе
формалина (1 : 10).
По Геринга (1928), начатые блоки можно сохранять под жидким
парафином, прибавив побольше кристаллов тимола.
477. Адрион (1922) также избегает уплотнения желатиновых блоков
формалином. Он употребляет 12,5- и 25-процентные растворы желатины.
Желатину он растворяет, помещая срезы на 1—2 часа в подкисленную воду
(3—4 капли уксусной кислоты на 20 см3 воды при 37°).
478. Для окраски лучше всего пользоваться разведенными растворами
красителей (соответственно изменяя время окраски). Чтобы избежать
сморщивания желатины, особенно необходимо разбавлять водой
спиртовые растворы. Однако содержание спирта до 70% не вредит. Очень
хорошо удается окраска кислым гематоксилином по Эрлиху (см. 666),
а также Суданом III, шарлахом и крезиловым фиолетовым (см. 702).
Если при употреблении гемалауна желатина сильно подкрашивается,
то потом дифференцируют 5-процентным раствором квасцов. Хорошие
результаты дает также галлоцианин (см. 734). Заключают срезы в
глицерин или глицерин с желатиной. Особенно хорош для окраски
желатиновых срезов железный гематоксилин Вейгерта, так как он почти не
окрашивает желатину; в случае надобности — дифференцировка солянокислым
спиртом.
479. По Шморлю (1921), срезы можно помещать и в бальзам, для чего их
переносят из 90-градусного спирта через карбол-ксилол в ксилол.
Морщинистость, появляющаяся в крепком спирте, снова исчезает в карбол-ксилоле.
Можно рекомендовать также технику Кристеллера (см. 519).
8 Б. Ромейс

114
Глава VI
ЗАЛИВКА В ЦЕЛОДАЛЬ
480. Метод заливки в целодаль,. выработанный для консервирования
макроскопических препаратов, может быть использован и для
микроскопических целей (Гёпке, 1939). По Гёпке, преимущества целодаля состоят в
прозрачности, допускающей точную ориентировку, в чрезвычайно слабом сжатии
и в возможности приготовления весьма тонких срезов. В качестве недостатка
Гёпке указывает на кислые свойства этой среды для заливки; кроме того, из
объектов, залитых в целодаль, резка серии срезов пока не удавалась.
Целодаль представляет собой продукт конденсации мочевины и
формалина. Это —светлая, прозрачная тягучая масса, реагирующая почти
нейтрально, растворимая в холодной и, еще легче, в теплой воде.
Показатель преломления 1,53. При прибавлении кислот быстро твердеет.
Прибавление щелочей подавляет застывание или приводит к размягчению.
При заливке следует избегать всякого соприкосновения с водой.
481. Способ заливки: а) препараты, фиксированные любым способом,
переносят в 70-градусный спирт; б) затем они поступают по меньшей мере на
12 часов в смесь: целодаля 50,0 г, 70-градусного спирта- 50,0 см3, формалина
5,0 см3, 25-процентного раствора хлористого аммония 1,0 см3. При
приготовлении смесь энергично помешивают стеклянной палочкой; держат в
хорошо закрытом сосуде. Со временем смесь уплотняется и тогда ее
возобновляют; в) для заливки препараты переносят шпателем в чашку Петри .
(плоскостью среза вверх) и наливают заливочную массу, из которой перед
этим удаляется воздух (см. ниже). Затем массе дают постепенно застыть
при комнатной температуре.
Поскольку кусочки в целодале медленно поднимаются на поверхность
и потом выступают над массой, то сосуд для заливки (для этой цели можно
брать также пустые коробочки. из:под покровных стекол и т. п.) нужно
заполнить целодалем до краев и покрыть стеклянной пластинкой, которая
препятствовала бы кусочкам выдаваться над уровнем жидкости.
Блоки, вырезанные острым ножом, могут сколь угодно долго оставаться
в сухом виде. Если они недостаточно тверды, то их на некоторое время
помещают в термостат при 30°. Для изготовления блока в часовое стекло
наливают немного целодаля, прибавляют несколько капель хлористого аммония
(или, если нужно очень быстрое застывание, соляной кислоты), быстро
накладывают размешанную массу на деревянный блок и вдавливают в нее'
препарат.
Режут продольно поставленным целлоидиновым ножом. Блок и нож
при этом увлажняют 70-градусным спиртом. Блок можно резать и сухим
на замораживающем микротоме. В. обоих случаях срезы собирают в
70-градусный спирт, к которому прибавлен 1-процентный аммиак. Обычные
окраски, как гемалаун—эозин, азан, судан, удаются хорошо. Заключение
в канадский бальзам или цедакс.
Нежные препараты, как, например, эмбрионы и т. п., следует постепенно
переводить из 70;градусного спирта в массу для заливки через следующие
четыре смеси (см. табл. 3).
Приготовление массы для заливки и удаление
из нее воздуха. В литровую бутылку наливают 100 г целодаля,
прибавляют 5 г формалина и 1 г 25-процентного раствора хлористого аммония
и основательно перемешивают смесь стеклянной палочкой. Надо тщательно
избегать попадания воды. Затем сосуд подключают к водоструйному насосу
и выкачивают из него воздух до тех пор, пока пенящаяся масса не перестанет
подниматься, что происходит через 3—5 мин. После этого впускают воздух.
При этом мелкие пузырьки сами быстро исчезают; при наличии крупных
пузырей выкачивание воздуха нужно повторить. ,

Пропитывание и заливка
115
Таблица 3
СМЕСИ, УПОТРЕБЛЯЕМЫЕ ДЛЯ ПРОВОДКИ НЕЖНЫХ ОБЪЕКТОВ
Состав смесей
i
2
3
4
Целодаль ....
100
100
100 .
100
70-градусный
спирт
100
100
50
40
(5.0-градус-
пый)
Формалин ....
4
4
4
5
25-процентный
растпор
хлористого аммония
1
1
1
1
Все сосуды и инструменты сразу после, использования нужно вымыть
водой, так как раз застывшая масса становится нерастворимой.
НАСАДКА БЛОКОВ ■
482. Объект, залитый в парафин, вырезают ножом в виде кубика,
причем с пяти сторон прямоугольного куска срезают возможно больше
лишнего парафина, а шестой стороной кусок приплавляют к деревянному или
стабилитовому блоку, подходящему к зажиму объектодержателя. Апати
рекомендует для этого цилиндрики из белого липового дерева длиной 2—3 см,
которые приготовляют из палки поперечником 1,5 см. Блок прикрепляют
следующим образом: горячим металлическим скальпелем наносят на
деревянный блок немного парафина и быстро вдавливают в него парафиновый
блок, по нижцей стороне которого предварительно проводят горячим
шпателем. После этого горячим шпателем оплавляют немного боковые стороны
блока и погружают его в холодную воду.
Так же прикрепляют блоки после заливки в парафин—Целлоидин.
483. Если требуется из объемистого органа, залитого в парафин,
вырезать определенную часть, то лучше всего это делать горячим лобзиком
(Штиве).
484. Насадка спирт—целлоидиновых блоков. Прежде всего чистый
деревянный блок помещают на несколько минут в сппрт—эфир. Затем берут из
спирта уплотненный, правильно вырезанный целлоидиновый блок, хорошо
обсушивают и препаровальной иглой делают шероховатой его нижнюю
наиболее ровную. поверхность. После этого на поверхность деревянного
блока наносят 1—2 капли 8-процентного целлоидина и не очень сильно
прижимают к нему целлоидиновый блок в течение 2—3 мин.; выступающий
с боков целлоидин стирают. Весь блок помещают на несколько часов в
70-градусный спирт целлоидиновым блоком вниз.
Если деревянный блок очень гладкий, то целесообразно перед наклейкой
сделать его поверхность шероховатой при помощи напильника.
485. Целлоидиновые блоки очень хорошо пристают к стабилиту (Ели-
нек, 1894). Применение красных стабилитовых колодок имеет, кроме того,
то преимущество, что наклеенный блок с объектом может годами
храниться в спирте, так как стабилит в спирте нерастворим. Деревянные же
и корковые блоки с течением времени отдают экстрактивные вещества, которые
вредно влияют на окрашиваемость объекта. Стабилитовые блоки очень
удобно надписывать. Наклейку производят, как описано выше (см. 484).
8*

116
Глава VI
486. Масляно—целлоидиновые блоки лучше всего наклеивать
гвоздичным маслом с целлоидином (готовят из 3 частей 16-процентного раствора
целлоидина на спирт—эфире и 1 части гвоздичного масла или метилбензоата)
Блок немного обсушивают, и поверхность для приклеивания слегка протирают
фильтровальной бумагой; блок и деревянный блок слегка смазывают
гвоздичным маслом с целлоидином, прижимают друг к другу и немного потирают
друг об друга, чтобы склеивающая масса распределилась равномерно
(Апати, 1912). Приклеенный блок оставляют на 15 мин. стоять на воздухе
и затем на несколько часов помещают в терпинеол. Таким же способом
можно приклеивать и спирт—целлоидиновые блоки. Через несколько минут
их помещают на 1—2 часа в 70-градусный спирт.
487. Желатиновые блоки приклеивают желатиной,
масляно—желатиновые—гвоздичным маслом с целлоидином.

Глава VII
МИКРОТОМ
488. Резка ручной бритвой требует большого искусства и не дает
возможности получать срезы определенной толщины. Эти недостатки старались
устранить, создавая для резкп спецпальные машины, так называемые микро-
томы, которые дают возможность без особого труда изготовлять
следующие друг за другом срезы вполне определенной толщины. Этой цели
достигают в микротомах разных типов различными путями, причем используют
три основных принципа конструкции: а) объект поднимается путем
передвижения вверх по восходящим рельсам и срезается ножом, движущимся
горизонтально; б) поднятие объекта в вертикальном направлении
происходит непосредственно при помощи винта; в) объект надвигается на
неподвижно стоящее лезвие ножа и с каждым срезом поднимается на определенную
величину. Наиболее употребительны санные микротомы, построенные по
первым двум принципам; по третьему принципу сконструирован микротом
Майнота, служащий, главным образом, для изготовления парафиновых
серий из зародышей.
489. Особый тип представляет собой микротом для круговых срезов
(Kreisschnittmikrotom) по Фонвиллеру и Леву. Он позволяет делать срезы с
цилиндрических, конусовидных и шарообразных поверхностей (Фонвиллер
и Лев, 1926).
490. Для очень твердых материалов (например, рог, дерево и т. п.) Рейхерт
выпускает особый микротом (Hartschneidemikrotom). Для приготовления
срезов (правда, лишь фрагментарных) из недекальцинированной кости или
ткани зуба служит микротом К. Юнга (Фонвиллер, Лев и Шиллинг, 1930).
491. При помощи клинорежущего микротома (Keilschnittmikrotom)
и клинорежущей методики можно получать для целей электронной
микроскопии срезы, толщина которых менее 10~3 мм (в наиболее благоприятном
случае 0,2 р.). Подробности см. Арденне (1939).
492. Для начинающих приводим краткое описание составных частей
санного микротома, который дает превосходные результаты при относительно
простом устройстве. Микротомы этого рода выпускают различные фирмы.
493. В санном микротоме Юнга вертикально стоящая металлическая
пластпна привинчена к служащей основанием горизонтальной пластине.
На вертпкальной пластине имеются два санных пути для скольжения
салазок: нпжнпй, постепенно поднимающийся, и верхний, идущий горизонтально.
На верхнем помещаются салазки, несущие нож, ножевые салазки, на
нижнем—салазки, держащие объект,—объектные салазки, которые могут
сдвигаться при помощи микрометрического винта и микрометрических
салазок. Чтобы уменьшить трение, ножевые и объектные салазки двигаются на
пластиночках из металла или слоновой кости по трем хорошо
отшлифованным рельсам.
494. На ножевых салазках винтом с ушками укрепляется держатель
ножа, несущий горизонтально расположенный микротомный нож. С помощью

И8
Глава VII
этого приспособления можно, поставить лезвие ножа поперечно или косо
по отношению к объекту (см. 505). Для. изменения наклона лезвия ножа
(см. 498)у что часто требуется при тонких работах, применяют так
называемый наклоняющийся держатель ножа.
495. Объектные салазки несут объектодержатель\ в простейшем случае
он представляет собой движущийся вверх и вниз зажим, в который объект
зажимается с помощью винта. Вместо простого зажима конструируют также
особые приспособления, дающие возможность передвигать и наклонять
объект во все стороны. Для более тонких исследований, особенно для
эмбриологических, при которых объект должен точно устанавливаться в
определенной плоскости среза, подобный аппарат
для ориентировки, безусловног
необходим.
У микротомов модели Юнга,
которые можно весьма рекомендовать, как
и у других сходных конструкций
(например у Тетрандера, по П. Майеру,
1910) объектодержатель с помощью
винтового стержня подымается
вертикально; это дает значительные преимущества
по сравнению с передвижением по
наклонной плоскости.
Рис. 4. Положение микротомной брнт- 496' Движение объектных салазок
вы при резке: осуществляется микрометрическим вин-
а—угол лезвия; б—режущий угол; - в—верх- 7ПОМ, КОТОрЫЙ ВСТаВЛвН В ОТДОЛЬНЫе
ний угол дкоса; H^™™81j™» с™са; салазки _ микрометрические салазки.
Последние привинчиваются с помощью
бокового зажимающего винта к
санным рельсам. На оси микрометрического винта имеется барабан с
делениями, дающими возможность определять величину поворота. В санном
микротоме Юнга барабан разделен на 15 интервалов. Каждый интервал
соответствует толщине среза в 0,001 мм (1 jx); следовательно, полный
поворот винта равен 15 ц. На более сложных моделях определение
величины поворота производится механически защелкивающимся
приспособлением.
Из измерений К. Иона (1929) вытекает, что толщина отдельных
следующих друг за другом срезов ни при одной модели микротома не совпадает
математически точно; она всегда немного колеблется под влиянием таких
внешних факторов, как температура и4 т. п..
497. Микротомные ножи, как правило, плосковогнуты или клиновидны.
Для облегчения дальнейшей точки их лезвие имеет фацеточный шлиф.
Соответственно этому на поперечном разрезе через нож можно различить
4 угла, изображенные на рис. 4 и обозначенные по Лёву (1931).
498. Для получения красивых, недеформированных срезов особенно
. важен наклон ножа, определяемый углом д, который образует нижняя
поверхность ножа с плоскостью среза. Наклон должен быть рассчитан так,
чтобы между нижней плоскостью фацета и плоскостью среза образовался
маленький угол в 2—5° (см. рис. 5, А). Многие авторы считают, что лучще
всего ставить нижнюю поверхность фацета параллельно плоскости среза,
но это представление неверно (Лев). Если нож стоит слишком плоско (см.
рис. 5, Б), то срез комкается или даже нож перепрыгивает через блок. Если
же нож стоит слишком отвесно (рис. 5, В), то он крошит срез. При
использовании наклоняющегося держателя для ножа пробой легко находят
наилучший его наклон. Последний несколько различается для парафина,
целлоидина и желатины, увеличиваясь соответственно этому ряду.

Микротом
119
Верхний и нижний углы скоса (рис. 4, виг), особенно у клиновидных
ножен, часто бывают одинаковой величины. В этом случае безразлично,
какая сторона ножа повернута кнпзу. Прн резке поперечным ножом это
дает то преимущество, что позволяет использовать весь нож. Если же углы
скоса неравны, то и наклон ножа для каждой стороны будет различным.
При ширине ножа 30 мм и толщине спинки 7 мм Апати дает следующие
оптимальные величины углов: а—13°; б—22—25°; в—3—6°; г—6°. При правке
ножа 3—4 последних пасса он проводит по пластинке зеркального стекла
верхней поверхностью кнпзу; таким образом,
последние пассы проводят без чередования верхней и нижней
поверхностей ножа.
499. Для точки и правки к микротомному ножу
привинчивают ручку, а на спинку надевают
приспособленную для правки насадку1, которая как бы
расширяет обух ножа. Благодаря этому прн точке
шлифуется не вся поверхность ножа, а лпшь узкая
полоска у самого лезвия.
Очень важно пользоваться для точки подходящим
-материалом. Таковым оказался глинозем,
рекомендованный Функом и особенно Киссером. Глинозем
применяется в трех степенях измельчения. Вначале точат
на глиноземе 1, окрашенном в синий цвет, затем на
глиноземе 2 (бесцветный) и, наконец, на глиноземе 3
(розовый). В качестве подкладки Киссер употребляет
пластины зеркального стекла из аппарата для точки
Лендваи. Для каждого шлифовального порошка
служит своя стеклянная пластина. Нож ведут без
сильного нажима, лезвием вперед, по стеклянной пластине,
смоченной шлифующим веществом. Точка глиноземом
3 не должна продолжаться слишком долго, чтобы
лезвие не полировалось слишком тонко. При
100-кратном увеличении оно должно быть совершенно ровным,
но снабженным мелкими зазубринками. Если эти
зазубринки при слишком длительной полировке (или
употреблении ножа) утрачиваются, то срезы будут
комкаться и деформироваться. Это случается и при полировке ножа на
точпльном ремне, который закругляет лезвие (Киссер, 1927b). Таким
образом, для получения наиболее тонких срезов нож не следует
дополнительно полировать на ремне.
500. Подробности о фацеточном угле, величине наклона ножа, точке
п правке его и т. п. см. у Апати (1897, 1912), Мейлона (1922), Киссера (1926,
1927b), Лёва (1931). :
501. При малом опыте и отсутствии сноровки точку н правку
микротомных ножей лучше всего передать специалисту.
502. Чтобы предохранить нож от ржавления, его тщательно защищают
от соприкосновения с кислотами и держат в футляре. Если нож долго не
употреблялся, то его поверхность смазывают вазелином или терпинеолом.
503. Во избежание поранения торчащей частью мнкротомного ножа
на нее насаживают маленькую защитную гильзу, предложенную Бабликом2.
504. Длинная ось ножа устанавливается по отношению к объекту
поперечно или косо. Обычно режут косо поставленным ножом; это необходимо при
резке целлоидина, мягкого парафина п т. п. Чем более косо поставлен нож,
Рис. 5. Схематическое
изображение ✓
правильного (А) и
неправильного (Б, В)
наклона ножа.
1 Надобупшпк.—Прим. ред.
2 Или рыхло свернутую широкую бумажную ленту.—Прим. ред.

120
Глава VII
тем меньше оказываемое им сопротивление. Форма среза изменяется больше
всего в мягком парафине, меньше—в твердом парафине или целлоидине.
505. Поперечно поставленным ножом (поперечный нож) работают при
нарезании так называемых лент. При этом срез не снимают с ножа, он
остается приклеенным к лезвию своим задним краем и соединяется с передним
краем следующего среза. Таким образом можно получить целый ряд срезов,
склеенных друг с другом в одну ленту. Для этого необходимо придать
парафиновому блоку строго прямоугольную форму (узкая сторона цараллельна
лезвию)1. Нарезание лент возможно лишь в случае не очень толстых срезов,
при тщательной заливке в хороший парафин, при соответствующей
температуре помещения (например, 10—20° при парафине с точкой плавления
58° и толщине срезов 7 ц) и при использовании хорошо отточенного ножа.
Если лента нарезается плохо'из-за низкой температуры в комнате, то
этому можно помочь, поместив над микротомом горящую лампу или
используя солнечное тепло. Геринга (1928) советует в случаях, когда возникают
затруднения с резкой лент, погружать парафиновый блок на короткое время
в мягкий парафин с тем, чтобы покрыть его тонкой пленкой мягкого парафина,
506.'Весьма неприятные последствия дает электризация срезов, которая
происходит, главным образом, при резке органов, богатых костной,
хрящевой и соединительной тканями. Срезы в таком случае приклеиваются к ножу,
^сморщиваются или рвутся. Получить ленту срезов при этом оказывается
невозможным. Батсон (1920) и Блохман (1921) борются с электризацией,
заставляя проскакивать искру от индукционного аппарата в
непосредственной близости от парафинового блока. Проще, хотя и не так действительно,
перед проведением ножа энергично подышать на плоскость среза. Другие
помещают на лезвие большую каплю воды и дают срезам плавать на ней.
Клейн (1935) смазывает более или менее обильно фацет лезвия и прилегающие
части ножа куском твердого парафина (нужно повторять через каждые
50 срезов). Геринга рекомендует в трудных случаях перед каждым срезом
смазывать кисточкой плоскость среза на блоке 10-кратно разведенным
2-процентным раствором целлоидина.
507. Успех получения серий срезов в большой степени зависит также
и 9т температуры помещения. Чтобы не зависеть от нее, Bee (1932) заливает
объекты в парафин с точкой плавления 40—48° и непосредственно перед
резкой охлаждает блок в холодильнике охлаждающей смесью до температуры
от —10 до —12°.
508. Общие правила пользования микротомом. Перед употреблением
нужно вычистить санные рельсы микротома и с помощью кисточки смазать
их минеральным маслом (или, вместо него, смесью 4 частей бескислотного
костяного масла и 1 части бей&пна). Салазки должны двигаться легко и
равномерно. Слой масла не должен быть слишком толстым, так как в
противном случае толщина срезов легко становится неравномерной. Время от
времени старый, загрязненный пылью слой масла тщательно счищают с рельсов
толуолом и т. п. и снова смазывают. Если салазки скользят по стеклянным
рельсам, то смазку маслом не производят. После этого блок, наклеенный на
деревяшку, прочно зажимают в объектодержатель (см. 482).
На ножевых салазках соответствующим образом укрепляют нож (о
постановке ножа, которую изменяют в зависимости от объекта, заливочной
массы и т. д., см. также 504).
Все винты должны быть прочно прикручены, чтобы объект и нож были
неподвижно соединены со своими салазками.
1 У нас обычно считается более целесообразной ориентировка длинной осью парал- -
лельно лезвию.—Прим. ред.

Микротом
121
Затем объект приподнимают настолько, чтобы его верхняя сторона
лежала по возможности точно на уровне ножа. После этого, для пробы,
водят нож над объектом и одновременно чуть-чуть передвигают объектные
салазки вперед или назад до тех пор, пока нож не срежет самый верхний
слой блока.
Основное правило. Никогда не следует срезать микротомным
ножом толстых пластинок! Если, например, требуется удалить часть залитого
кусочка, с тем чтобы получить срезы из середины объекта, то это нужно
сделать или простым острым ножом, или постепенно нарезая микротомным
ножом пластинки средней толщины. Для этого объектные салазки после
каждого среза продвигают на доли миллиметра до тех пор, пока не будет
достигнут желаемый слой.
После того как установлен надлежащий уройень среза, с краев
парафинового блока ножом срезают избыточный парафин настолько, чтобы объект
был окружен слоем всего в 2—3 мм. При этом целесообразно придать блоку
прямоугольную форму; длинная сторона должна стоять параллельно
санным рельсам1. Теперь микрометрические салазки приближают к объектным
настолько, чтобы кончик микрометрического винта прикоснулся к
объектным салазкам. После этого микрометрические салазки прочно привинчивают
боковым винтовым зажимом.
При резке- ножевые салазки равномерно продвигают правой рукой,
вдоль^рельсового пути, держа их за боковую рукоятку. Никогда ве следует
надавливать на салазки сверху, так как при этом вытесняется слой масла,
находящийся между салазками и рельсами, и резка и срезы становятся
неравномерными. Левой рукой при помощи кисточки препятствуют срезу
свертываться при резке. Волоски кисточки следует немного смочить, но
не слюной, как это часто делают, а водой или слабым спиртом. Лучше
всего взять плоскую кисточку из щетины (см. 545).
Затем объект вращением микрометрического винта поднимают на
определенную величину. Новичкам лучше всего начать с толщины среза 15 р., а в
дальнейшем постепенно научиться резать HJa 10 ja и тоньше. Как только нож
врежется в блок, прежде чем срез начнет сворачиваться, угол его, обычно
загибающийся кверху, удерживают свободно в воздухе концом кисточки.
Не нужно прижимать срез к ножу, иначе он приклеивается и повреждается.
Под нож не должны попадать волоски кисточки, так как это повреждает
лезвие. Все эти первоначальные трудности легко преодолеваются практикой.
Полученный таким путем срез снимают с ножа кисточкой в направлении
от сппнкп к лезвпю п затем подвергают дальнейшей обработке. После этого
ножевые салазки, во пзбежанпе неравномерного пх изнашивания, отводят
назад п на всю длпну рельсов.
По мере резкп мпкрометрическпй винт проходит весь свой путь и тогда
его нужно вернуть обратно. Для этого ослабляют боковой винтовой зажим,
и микрометрические салазки указанным выше способом осторожно
придвигают к объектным салазкам до тех пор, пока кончик микрометрического
впнта не прикоснется к ним вновь; затем закрепляют боковой зажим и т. д.
Двпгать объектные салазки в это время нельзя,
СПЕЦИАЛЬНЫЕ ЗАМЕЧАНИЯ
509. Материал, залитый в парафин, режут сухим ножом. Проскакивание
ножа над блоком обычно указывает на-то, что нож закреплен обратной
стороной; тогда его нижнюю поверхность следует перевернуть кверху. Если
парафин слишком мягок, то срезы сильно сморщиваются, если он слишком
См. примечание к 505.—Прим. ред.

122
Глава VII
тверд, то они скручиваются или крошатся. В первом случае, если
нежелательна перезаливка в более твердый парафин, охлаждают блок; в
последнем случае рекомендуется делать более тонкие срезы и перед каждым
срезом дышать на блок. Разламывание или сморщивание срезов может
вызываться также слишком отвесным или слишком пологим положением
ножа (см. 498). Слишком отвесное положение ножа может привести также
к разрушению тонких клеточных структур, без существенного нарушения
внешней формы среза. Разрушение, однако, легко обнаруживается при
рассмотрении приклеенных срезов под микроскопом. Зазубрины лезвия
вызывают появление на срезе продольных полос пли щелей. Такие же явления
могут быть вызваны наличием в парафине плп в самом объекте кальциевых
конкреций, песчинок и т. п. Если парафин при резке крошится и мажется, то,
следовательно, он содержит еще остатки промежуточной среды или
газообразные составные части (см. также 424). Молочнобелые, плохо режущиеся места
в самом объекте связаны или с недостаточным удалением воды, спирта,
промежуточной среды, или со слишком- быстрым охлаждением блока со всех
сторон (см. 434). В этом случае лучше всего залить объект снова. Если он еще
содержит воду, то после растворения парафина в бензоле его нужно еще раз
помеетать в метилбензоат или абсолютный спирт. Ткань, не полностью
пропитавшаяся при заливке, обычно сильно сжимается. Таким образом,
недочеты могут быть исправлены лишь до известной степени. Большие пузыри
воздуха в объекте могут быть легко заполнены дополнительно несколькими
каплями горячего парафина (с помощью нагретой иглы).
510. При резке спирт—целлоидина как блок, так и нож следует хорошо
омочить 70-градусным спиртом, который наносят мягкой кисточкой.
511. Масляный целлоидин по Апати (см. 460) и масляную желатину
по Апати (см. 468) можно резать в сухом виде, только нож при этом
устанавливают наполовину менее косо, чем при спирт—целлоидине.
Обычно же объекты, залитые по Апати в масло—целлоидин или масло—
желатину, режут смоченными, т. е. поверхность среза на блоке и нож
смазывают терпинеолом, а неиспользуемую часть бритвы слегка покрывают
вазелином.
ЗАМОРАЖИВАЮЩИЙ МИКРОТОМ
512. С введением дешевой жидкой углекислоты замораживающий
микротом превратился в весьма ценное вспомогательное средство
микроскопической техники. -Его преимущество состоит, между прочим, в том, что
исследуемый материал можно нарезать в наиболее короткий срок без
дополнительной обработки спиртом и без связанного с этим сжатия или
экстракции. Замораживающий микротом стал особенно необходим для исследований
на жиры и липоиды, для быстрой обработки большого количества материала
п т. д. Охлаждение может быть использовано еще и для того, чтобы сделать
годными для резки препараты, которые по особым причинам были залиты
в очень мягкий парафин или в недостаточно обезвоженный целлоидин (так
называемый мягкий целлоидин по Петерсену, 1929).
Значительный прогресс в технике замораживающей резки связан с но-
жомгглубокого охлаждения- Шультц—Браунса, который в сочетании с
разработанной автором техникой позволяет получать в нефиксированном
состоянии срезы со всех годных для резки органов, даже с чистой жировой ткани.
Усовершенствование этой техникц имеет большое значение не только для
практических целей (быстрые диагнозы и т. д.), но также и для
гистологических и гистохимических исследований. В дальнейшем будет изложена сперва
существовавшая до сих пор техника замораживающего микротома, более же
трудный для овладения нож глубокого охлаждения будет описан ниже
(см. 520—524).

Микротом
123
Начинающему следует пробовать резку ножом глубокого охлаждения
лишь после того, как он в какой-то степени освоил простую технику
замораживающего микротома.
513. В качестве примера замораживающего микротома на рис. 6
представлен действующий с помощью жидкой углекислоты замораживающий
микротом модель CNr28 фирмы Юнг. В новой модели Юнга CK имеется
нож глубокого охлаждения.
Такие же хорошие микротомы
выпускают п другие фирмы.
Орган, предназначенный к
резке, помещают из
дестиллированной воды (если он
фиксирован) или пз
'физиологического раствора поваренной соли
(если он свежий) на
замораживающую камеру (рис. 6, 1) с
захватом некоторого количества
жидкости. Чтобы
воспрепятствовать соскакиванию
замороженного препарата, на столик
предварительно кладут
маленький кусочек смоченной
фильтровальной или папиросной бумаги.
Крупные объекты сперва режут
на диски толщиной около 0,5 мм.
Затем открывают вентиль бомбы
для углекислоты, поставленной
вблизи микротома на подставке
(лучше всего в перевернутом
виде) и соединенной с
микротомом посредством шланга (2).
При повороте винтового венти-
ля (<2) углекислота устремляется
в камеру для замораживания, а избыток ее с шипением улетучивается через
боковые отверстия камеры. Однако углекислоте не дают поступать
непрерывно, а впускают ее отдельными порциями, слегка открывая вентиль на короткое
время, а затем снова его закрывая. Так делают до тех пор, пока препарат не
будет полностью проморожен. Затем, вращая рукоятку (4), подводят
поверхность препарата к уровню лезвия ножа, который прочно привинчивают
винтовыми зажимами (5) к держателю ножа. После этого, вращая ручку (б),
устанавливают желательную толщину среза (сначала около 15—20 р.)
и ручкой (7) делают быстрые равномерные движения вперед и назад, всякий
раз доводя ее до упора. При каждом срезе объект автоматически поднимается
на установленную толщину среза. Режут сухим ножом. Срезам дают падать
в поставленную впереди чашку с водой; если же они приклеиваются к ножу,
то их снимают с ножа кисточкой или кончиком пальца и кладут в воду,
где они в большинстве случаев легко расправляются.
Потребление углекислоты можно весьма значительно уменьшить, а
быстроту замораживания увеличить, если камеру для замораживания
н объект прикрывать во время промораживания толстостенным стеклянным
стаканчиком соответствующей величины. Тогда углекислый снег не
распыляется кругом без пользы, а оседает на стенках стаканчика и на объекте.
Для резки на замораживающем микротоме лучше всего пользоваться
клиновидными ножами. Особенно рекомендуется этот тип ножа для резки
костной ткани.
3&
Рис. 6. Замораживающий микротом, модель
CNr28 Юнга:
I—замораживающая камера; 2—шланг, соединяющий
замораживающую камеру с бомбой для углекислоты;
3—вентиль, регулирующий подачу углекислоты;
4—рукоятка, при помощи которой подводят поверхность
препарата к уровню лезвия; 5—винтовые зажимы для ножа;
с—рукоятка, при помощи которой устанавливают
толщину срезов; 7—рукоятка, которой двигают нож
при резке.

124
Глава VII
514. Для получения хороших срезов препарат не должен быть
проморожен слишком сильно или слишком слабо. В первом случае срез распадается
на мелкие обломки, а на ноже легко получаются зазубрины, во втором случае
препарат мнется и не режется. Если препарат слишком сильно проморожен,,
то нужно немного подождать, пока он, оттаивая, достигнет надлежащей
твердости: При некотором навыке легко получают срезы в 10 [х.
515. Таким же способом обрабатывают и объекты, залитые в желатину.
В данном случае промораживание, однако, длится дольше. И желатина
и объект при этом становятся беловатыми. Если желатиновый блок
примерзает только с водой, то он нередко вскоре снова отстает. Значительна
лучше использовать для приморажпванпя блока несколько капель служащего
для пропитывания разведенного раствора желатпны. Целесообразно дать
желатиновым блокам после первого замораживания один раз оттаятьг
а потом проморозить их вторично. После этого они часто режутся лучше.
516. Срезы лучше всего собирать в тимоловую воду. При переносе срезов
из тимоловой воды в чистую воду они, благодаря изменению поверхностного
натяжения, очень хорошо расправляются (см. также 470 и 472). Чтобы
избежать образования и оседания пузырей воздуха, берут кипяченую воду.
Если не требуется выявления жировых веществ, то срезы собирают в
70-градусный спирт, который значительно улучшает их окрашиваемость,
При переносе замороженных срезов из спиртовых растворов в воду
появляются более или менее сильные диффузионные токи, которые могуг
разорвать нежные срезы. Этого можно очень просто избежать, если
перед переносом в воду погрузить в нее на один момент кусочек мыла
(Книппинг, 1923).
517. Обычным замораживающим микротомом получить хорошие срезы
из свежих нефиксированных препаратов удается лишь с трудом, зато они
легко получаются при употреблении ножа глубокого охлаждения (см. 520).
На обьщном замораживающем микротоме очень хорошо режутся
препараты, зафиксированные формалином 1:4 —1:10 или жидкостью Орта.
После фиксации объекты промывают, как обычно, в водопроводной воде
12—24 часа. Рыхлые, легко распадающиеся ткани нужно заливать в
желатину или резать, как указано ниже (см. 520).
При исследованиях на жир, на липоидные вещества, на оксидазы и т. п.
фиксированные объекты режут сразу же после промывки. Если же
сохранения этих веществ не требуется, то выгоднее, по предложению Гедингераг
перенести фиксированные в формалине препараты на 24 часа прямо в 90—
96-градусный спирт, затем на несколько часов обратно в формалин и лишь
.после этого резать их на замораживающем микротоме. При этом, с одной
стороны, экстрагируется часть Жировых веществ и уменьшается склеивание
срезов, а с другой стороны—улучшается окрашиваемость.
Препараты, лежавшие в спирте, следует перед замораживанием
положить на несколько часов в воду или в 4-процентный раствор формалина для
удаления из них спирта; без этого они не промораживаются надлежащим;
образом.
Материал, фиксированный в жидкостях, содержавших сулему, менее-
пригоден для приготовления замороженных срезов.
О дальнейшей обработке срезов см. 471 и 568.
О влияний скорости замораживания на гистологические изменения
см. Планк (1918).
518. Предложенный тен Берге (1925) замораживающий столик (рис. 7)
дает возможность изготовлять замороженные срезы на любом микротоме.
Замораживающий столик состоит из полой плоской камеры 1, которая
насажена на просверленную втулку 2. Аппарату придано приспособление 5Г
которое навинчивается на вентиль бомбы с углекислотой. Для приготовления

Микротом
125
срезов замораживающий столик привинчивают к приспособлению 5 и
кладут на его плоскую поверхность кусочек смоченной папиросной бумаги
или ткани, а на него помещают предназначенный к резке препарат. Затем
много раз на мгновение открывают вентиль 4, подавая углекислоту
короткими толчками до тех пор, пока препарат не начнет промораживаться. Камера,
тем временем, наполняется твердой углекислотой. После этого замораживаю-,
щий столик снимают, вставляют в объектодержатель микротома и, если
объект проморожен, то начинают его резать как обычный препарат.
Скопившаяся в камере углекислота
поддерживает объект в
замороженном состоянии около
10—15 мин.
, 519. Для очень крупных
объектов Кристеллер
сконструировал особый большего
размера столик для
замораживания, который лучше
всего использовать при Лейтцов-
ском основном санном
микротоме. Поверхность стола в
зависимости от величины
препарата имеет в диаметре 9
или 12 см или форму
прямоугольника (10 х14 см). Сарто-
риус также выпускает очень
большие з амор ажив ающие
столы, построенные по
принципу тен Берге (см. 518).
Объекты фиксируют в
формалине кусочками
толщиной 1—3 см\ "через 24
часа их нарезают дисками толщиной 0,5—0,3 см, дополнительно 1—2 дня
уплотняют формалином и затем медленно промораживают в течение 2СЦ-30 мин.
Охлаждение при этом не должно быть таким глубоким, как в случае мелких
объектов. Срезы толщиной 20—30 ja снимают &ножа всей длиной смоченного
указательного пальца и переносят в большую наполненную водой чашку из
черного стекла.
После расправления срез с помощью изогнутой стеклянной палочки
п волосяной кисточки натягивают под водой на соответствующую стеклянную
пластинку. Затем пластинку извлекают из чашки, срез оправляют, избыток
воды отсасывают фильтровальной бумагой и осторожно, по капле, наносят
на срез сппрт; если при этом срез смещается, то его сразу же снова
выравнивают стеклянными иглами. После того как вода достаточно замещена спиртом,
поливают очень сильно разведенным раствором целлоидина на спирт—
?**"?: появляющиеся при этом пузырьки воздуха тщательно удаляют ки-
:гПосле этого срез кладут в горизонтальное положение п дают ему
г:чти :: всем высохнуть под образующейся тонкой целлоидиновой пленочкой,
а ?атем препарат погружают в воду. Дальнейшая обработка такая же, как
z в случае других приклеенных замороженных срезов.
Об использовании этих препаратов для прямого получения цветных
Tfz;глукппй см, Кристеллер (1927).
yj'j. Метод получения замороженных срезов с помощью ножа глубокого
:;;--т'я по Шультц-Браунсу (1931). Уже старым авторам, Мелльгарду
. ГГ«:-*аллуму (1912) и др., было известно значение охлаждения микро-
т:::~:г: гггжа для получения срезов из свежего нефиксированного материала*
Рис 7, Замораживающий столик по тен Берге
с приспособлением для наполнения углекислотой:
I—замораживающая камера; 2—втулка, на которую
посажена замораживающая камера; 3—винт, соединяющий
замораживающую камеру с приспособлением для подачи
углекислоты; 4—вентиль, регулирующий подачу
углекислоты; б—приспособление для соединения
замораживающего столика с бомбой для углекислоты; б—место
соединения замораживающего столика с бомбой.

126 Глава VII .
Однако лишь нож глубокого охлаждения Шультц-Браунса и разработанная
им техника последующей обработки дали возможность широко применять
уэтот ценный и простой способ.
521. Аппаратура. Нож глубокого охлаждения, выпускаемый Лейтцем,
присоединяют с помощью двойника к той же бомбе с углекислотой, что
и замораживающий микротом. Его укрепляют в держателе ножа лейтцев-
ского замораживающего микротома так, что вся его поверхность обдается
углекислотой пз широкого сопла, благодаря чему уже через несколько секунд
нож может быть охлажден до температуры ниже 0°. Умеренным последующим
охлаждением (около 5 сек. в теченпе каждой минуты) можно легко
поддерживать температуру ножа от —20 до —30°. Чтобы не повреждать блок,
охлаждение ножа нужно производить, отведя держатель ножа до предела вперед.
Правильное охлаждение определяется по оседающему на ноже инею,
который во время резки совсем не должен таять, а покрывать всю поверхность
ножа. При длительной резке нож время от времени вытирают тряпочкойг
смоченной спирт—глицерином (1:1), а затем протирают досуха.
Чтобы облегчить снятие срезов, замораживающий столик лейтцевского
микротома снабжен прямым передним краем, соединенным с охлаждающейся
лобовой пластинкой. Передний край должен быть направлен параллельно
выступающему ножу. Для резки ножом глубокого охлаждения можно
использовать любой замораживающий микротом, поскольку он допускает
получение приблизительно таких же тонких срезов. Приспособления для
ножа глубокого охлаждения см. Лоев (1930), Краатц (1937, 1938).
522. Цетреус (1937) достигает глубокого охлаждения ножа, насаживая
на него охлаждающую коробку со смесью углекислого снега с эфиром или
с сухим льдом.
523. Подготовка объектна. Лучше всего резать свежевзятые и
нефиксированные препараты. При этом они не должны соприкасаться ни с какими
другими жидкостями (например, водой, физиологическим солевым раствором
и т. п.), так как от этого страдают целостность п приклейка срезов.
Оптимальная толщина кусочков ткани 2—3 мм.
Особые случаи. Органы, находившиеся до резки в водной, не-
фиксирующей жидкости, можно сделать вновь пригодными, поместив их на
несколько минут в 5-процентный белковый раствор (яичный альбумин,
растворенный в 0,9-процентном растворе поваренной соли с прибавлением тимола).
Таким же образом пропитывают мелкие, не связанные друг с другом кусочки
ткани, от которых были предварительно отмыты раствором поваренной
соли примеси крови (например, при выскабливании). Если вокруг
пропитанныхкусочков во время замораживания обильно нанести белковый раствор,
то он тоже замерзает, и тогда получаются целостные срезы.
Ткани, содержащие воздух (например, легкие), также кладут в
белковый раствор и ставят в маленький эксикатор, из которого водоструйным
насосом выкачивают воздух. Затем, при работающем насосе, снова открывают
на короткое время кран и впускают воздух. Если этот процесс повторяют
несколько раз, то обычно для пропитывания^ бывает достаточно 10—20 мин.
524. Приготовление срезов. Предназначенный для резки кусочек ткани
помещают на замораживающий столик так, чтобы передний край блока по
возможности точно прилегал к прямому переднему краю столика. При этом
блок обращают к ножу наиболее узкой стороной.
В тех случаях, когда в кусочке имеются мышечные волокна, они должны
проходить перпендикулярно к лезвию. Если из-за прилипания к леввию,
при снятии срезов, от кусочка отрывается покрывающий его эпителиальный
слой, то этому можно помочь, немного срезав вкось соответствующий край
блока. Чтобы получить прочное примораживание блока, на замораживающий:
столик помещают немного тканевой кашицы или белкового раствора.

Микротом
127
После замораживания блока и охлаждения ножа обычным образом
осторожно надрезают блок. Благоприятные для резки температурные
условия для различных органов неодинаковы. Для нахождения этих условии
тканевой блок вначале промораживают до раскалывания, а затем выжидают,
пока оно не прекратится по мере нагревания. Ненужные пробные срезы
сдувают при помощи охладителя ножа. В случае наличия зараженного
материала необходимо, как и вообще при резке нефиксированных тканей\
ограждать себя от большой опасности заражения (моющийся резиновьтиЧ
передник, подкладка бумаги и т. д.).
Когда достигнут надлежащий уровень температуры и нужно снять
срез, то нож при резке не доводят до конца, а удерживают на 1 мм до выхода
из тканевого блока; срез же, лежащий обычно свернутым на лезвии, как можно
быстрее и лучше расправляют на сильно охлажденном ноже с помощью
совершенно сухой мягкой кисточки. Срез при этом становится упругим,
похожим на пергамент. Затем хорошо обезжиренное предметное стекло
вставляют узким краем в угол между соплом и ножом. Осторожно вращая
стекло вокруг этого края, подводят его сверху к срезу, лежащему на ноже.
При первом прикосновении срез подтаивает и на всем своем протяжении
подтягивается к нижней стороне предметного стекла. Последнее не следует,
однако, прижимать к ножу, так как иначе он нагреется и срез прилипнет
к нему. После того как срез прилип, в случае нежного материала предметное
стекло можно просто отнять. Если же материал более вязкий, то лучше,
поддерживая предметное стекло в последнем положении, довести перед етда нож
до конца и сделать полный срез. Полученный таким способом срез прекрасно
пристает к предметному стеклу благодаря клейкости его белковых веществ.
Свертывание срезов дает возможность наилучшим образом сохранить
их при расправлении. Если же свертывание отсутствует, то его почти всегда
удается добиться очисткой лезвия спирт—глицерином и изменением
твердости блока. Можно также и несвернувшиеся срезы легко расправить двумя
кисточками на недоохлажденном ноже. Если расправленный срез свисает
с лезвия вниз, то его можно снять, подведя предметное стекло в вертикальном
положении.
525. Дальнейшая обработка срезов по Шультц-Браунсу (1932).
а. Предварительная фиксация. Срез, приклеенный к предметному
стеклу,. сразу же, еще во влажном состоянии, фиксируют 10—30 сек.
в парах осмиевой кислоты. Это лучше всего делать в кювете с желобками,
закрытой пришлифованной стеклянной пластинкой. На дно кюветы
помещают 2 капли 1-процентной или 3 капли 0,2—0,5-процентной осмиевой
кислоты (см. 285). Чтобы избежать смачивания предметного стекла осмиевой
кислотой, на дно сосуда кладут V-образно согнутую стеклянную палочку.
Предварительная фиксация, как я убедился, очень важна для прочного
приклеивания препаратов. Без нее срезы очень легко всплывают.
б. Дополнительная фиксация. По окончании короткой предварительной
фиксации еще влажный срез помещают в фиксирующую жидкость,
соответствующую намеченной задаче исследования. Для большинства
морфологических п многих гистохимических целей Шультц-Браунс рекомендует
дополнительную фиксацию в 60-градусном впирте. Из него препараты уже через
2—5 млн. можно проводить дальше. Вместо спирта для дополнительной
фиксации можно, конечно, использовать и любую другую фиксирующую
жидкость (например, для гликогена—абсолютный спирт или жидкость
Карнуа, для оксидаз—формалин и т. д.).
Для более тонких морфологических исследований я нахожу
дополнительную фиксацию в 60-градусном спирте не вполне удовлетворительной.
При длительном воздействии (10—24 часа) может наступить потеря жировых
веществ. При кратковременном воздействии это возражение отпадает. г

Глава VIII
НАКЛЕЙКА СРЕЗОВ
ОБЩИЕ ЗАМЕЧАНИЯ
526. Чтобы получить возможность рассматривать срезы, во многих
случаях (а после заливки в парафин—всегда) необходимо удалить среду, в
которую заключен материал. В процессе удаления среды срезы часто теряются
или разрываются, ввиду чего целесообразно перед дальнейшей обработкой
укрепить срезы на предметном стекле, т. е. наклеить их. Наклейка удобна
и в том отношении, что дает возможность обработать одновременно, а поэтому
быстрее и равномернее, большое число срезов. Она особенно необходима
при изготовлении так называемых серий срезов, например, для
эмбриологических исследований или для выполнения реконструкций.
Предварительным условием получения хорошего препарата является
чистота, предметного стекла. Для ценных препаратов используют не-
употреблявшиеся предметные стекла из белого стекла, которые
предварительно кладут в 96-градусный спирт или в спирт—бензоловую смесь (см. 97),
а затем перед употреблением досуха протирают неволокнистой тряпочкой.
При употреблении предметных стекол, мывшихся в кислотах, например
в бихромате с серной кислотой, легко может случиться, что на стекле
^ сохранятся очень прочно приставшие остатки ки- •
слоты, которые плохо повлияют на сохранность
окраски (см. также 97).
При резке серий необходимо следить, чтобы ни
один срез не был потерян; если это все же случится,
Рис. 8. Порядок распо- то наД° сРазУ же сделать отметку (например, запи-
ложения серийных сре- сать в каталоге серий: «серия I, предметное стекло 1,
sob* на предметном стек- срез 3 отсутствует» или же на предметном стекле,
ле' там, где должен быть потерянный срез, оставлять
йустое место).
527. Нужно с самого начала приучить себя при наклейке большого числа
или серий срезов располагать их в определенном порядке. Для серийных
срезов целесообразно располагать их в порядке, показанном на рис. 8.
528. Надписывание предцетныр стекол. В сериях и вообще в тех случаях,
когда нужно исключить возможность смешения срезов, целесообразно до
или сразу после наложения срезов на предметное стекло нанести на него
алмазным карандашом предварительные отметки в-виде букв или цифр.
Окончательную надпись лучше сделать потом тушью (см. 530), так как
писать алмазом слова, а также и читать их трудно.
Алмазный карандаш должен иметь многогранную деревянную рукоятку,
на одной стороне которой делают отметку, чтобы алмаз, как и перо, можно
было употреблять всегда в одном и том же положении,
529. Если желательно сделать, постоянную надпись до наклейки срезов,
то можно воспользоваться методом, предложенным Алати. Смешивают жидкую
черную тушь с равным количеством белка и с глицерином (см. 542). Этой
смесью, которая в хорошо закрытой склянке может храниться годами,
надписывают обезжиренное предметное стекло. Затем место с надписью нагревают
4
.5
1
б
7
Н
1 Y V V

Наклейка срезов
129
над пламенем до появления беловатых паров; после этого надпись очень
.крепко пристает к стеклу. Из-за нагревания этот метод можно применять
лишь до наложения препаратов. .
530,- Надписывают готовые препараты обычно хорошей черной жидкой
тушью. Для надписывания лучше всего употреблять острое маленькое
чертежное перо, которое сразу после употребления вытирают папиросной
бумагой. Надпись пристает очень хорошо, если предметное стекло совершенно
чисто; в противном случае место для надписи энергично протирают
смоченной слюной тряпкой.
Если это не помогает, то место для надписи покрывают разведенным
канадским бальзамом (1 см3 обычного раствора канадского бальзама или
цедакса + 10 см3 бензола). По смазанному месту тушь или чернила пишут
очень хорошо. Однако бензол, спирт и <г. п. быстро растворяют надпись.
531. Очень хорошо пишут рекомендуемые Мерком (1943) стеклянные
чернила, которые легко приготовить. В 10 см3 бензола растворяют около 200 мг
какого-нибудь красителя. жира (например, судан красный, судан черный
и т. п.), фильтруют,и прибавляют 1 см3 обычного канадского бальзама (или
цедакса). Чернила сразу готовы к употреблению (хранить лучше всего
в склянке, хорошо закрывающейся притертой пробкой). Чернила быстро
высыхают. Надписи устойчивы к воде и не стираются, но легко растворяются
бензолом, ксилолом, спиртом и т. п.
Для белых надписей годится смесь Унна: окиси цинка 7,5 г, желатины
7,5 г и дестиллированной воды 15 см3.
532. Для временных надписей можно взять восковой каранадш, но
нужно учесть, что в ксилоле и т. п. надписи быстро растворяются, загрязняя
при этом Жидкость и препарат.
НАКЛЕИВАНИЕ ПАРАФИНОВЫХ СРЕЗОВ1
В зависимости от характера среды для заливки разработаны различные
способы наклейки срезов. Из многочисленных методов я выбираю главным
образом такие, которые дают надежные результаты при возможно более
простой технике.
Методы с применением воды
533. Наиболее простой метод наклеивания срезов—наклеивание водой
(дестиллированной водой; некоторые предпочитают обычную воду) или
30-градусным спиртом. Срезы при этом пристают к стеклу в силу капиллярного
притяжения. Срезы кладут на предметное стекло так, чтобы они лежали
на стекле глянцевой стороной, которая была обращена к ножу. Во избежание
неудач (например, отставание препаратов при окраске и т. д.) нужно
пользоваться чистыми, обезжиренными предметными стеклами.
Препараты, фиксированные осмиевой кислотой или осмиевыми смесями,
чистой водой приклеиваются непрочно.
534. Если вода ложится на предметное стекло неравномерно, то часто
это указывает на неполное обезжиривание стекла. Коои (Геринга, 1928)
в этом случае протирает стекло глицерином, хорошо промывает его в
проточной воде и оставляет сохнуть на воздухе. (О чистке предметных стекол
см. 97.)
535. Методика наклеивания срезов. На тщательно вымытое стекло
наносят кисточкой узкую полоску дестиллированной воды. На нее кладут ряд
1 К парафиновым срезам относятся также срезы, залитые через
метилбензоат—целлоидин (см. 392), так как благодаря незначительному содержанию целлоидина их нельэя
рассматривать как целлоидин—парафиновые срезы. г
9 в. Роиейс

130 Глава VIII
парафиновых (лучше всего прямоугольных) срезов, так чтобы края их плотно
прилегали друг к другу. Когда один ряд готов, кисточкой проводят в
непосредственной близости от него вторую полоску воды, снова накладывают
препараты и т. д. Для того, чтобы срезы не наплывали друг на друга, следует
всегда брать немного воды. С другой стороны, иногда приходится подбавлять
воду, особенно при нарезании серий срезов, чтобы полоски не высыхали
за время приготовления препарата. При этом воду капают между двумя:
парафиновыми срезами, а не прибавляют ее с краю. После укладки желатель- -
ного числа срезов кисточкой или пипеткой добавляют еще немного воды,
а затем предметное стекло осторожно подогревают на микрогорелке до
30—35°. Срезы при этом расправляются и становятся гладкими. Нужна
избегать расплавления парафина от слишком сильного нагревания (сильное*
сжатие клеточных структур!!! -разрывы препарата!). Ввиду этого
рекомендуется (особенно для начинающих) нагревать не непосредственно над
пламенем, а на нагретой металлической пластицде (см. 538). При приготовлении
большого числа препаратов очень рекомендуется применение нагревательного
прибора (см. 539).
После того как срезы тем или иным способом расправятся, избытку воды:
дают стечь, а стекла, предохранив от !пыли, ставят сохнуть, лучше всего-
в сушильном шкафу, при температуре 42—45°; обычно процесс
высушивания оканчивается уже через
несколько часов, однако невредно
продержать стекла в сушильном:
шкафу в течение нескольких
дней.
536. Хорошо приклеенные^
срезы при рассматривании со
стороны стекла в наклонном
положении должны казаться
совершенно матовыми.
Появление мест, отсвечивающих, как
Рис. 9. Нагревательный столик, по Борну. зеркало, указывает на то, чта
между стеклом и. срезом
находится воздух; такие срезы при соприкосновении с водными жидкостями
очень легко уплывают. Причина появления таких мест заключается
или в недостаточной чистоте стекла, или в слишком низкой температура
сушильного шкафа (при 30—37°, например, отсвечивающие места появляются
чаще). В этом случае препараты можно еще спасти, если их покрыть
целлоидином (см. 548).
537. Срезы из материала, фиксировавшегося в жидкости, содержащей
трихлоруксусную или пикриновую кислоту, не следует оставлять плавать
в подогретой воде дольше, чем^это необходимо для их расправления, так как:
при длительном действии теплой воды соединительная ткань значительна
набухает.
538. Примером простого приспособления для нагревания может служить,
нагревательный столик Борна (рис. 9). Пластинка столика, изготовляемого-
обычно из листового железа, на узкой стороне изогнута, как показано на.
рисунке. Температуру пластинки столика можно регулировать поставленной
под ней горелкой. Предметное стекло со срезами кладут на такое место
пластинки столика,. где температура около 35—40°. Здесь срезы
расправляются быстро и становятся совершенно гладкими, после чего избыток:
воды сливают.
539. Еще лучше употреблять согревательную пластинку, снабженную
водной оболочкой; ее температуру регулировать еще легче. Нагревание-
производится газом, как в аппарате, описанном Блохманом (1921), который)

Наклейка срезов
131
вполне можно рекомендовать. О нагревательных или электрических
аппаратах см. также Уортина (1924) и Реденца (1929). Бугге (1929) расправляет
срезы 15—20-секундным освещением маленьким горным солнцем.
Гиршлер и Романисцин (1940) кладут предметные стекла, на которых
в тонком слое воды плавают парафиновые срезы, в жестяную влажную
камеру со смоченной фильтровальной бумагой. Камеру на 2—3 часа помещают
в температуру 40—50°; срезы при этом должны очень хорошо
расправляться.
540. Для расправления больших парафиновых срезов им дают плавать
на поверхности тепловатой воды (около 35—40°) в большой чашке Петри.
При этом они расправляются равномернее, чем на предметном стекле. Чтобы,
избежать появления пузырьков воздуха, используют прокипяченную дестил-
лированную воду. После того как срезы расправятся и полностью избавятся
от складок, их подхватывают чистым косо опущенным предметным стеклом;
затем стекло ставят на сушку.
Методы с применением белка
541. Введенное П. Майером наклеивание белком, особенно в
комбинации с водой, надежнее, чем наклеивание чистой водой (в частности, для
препаратов, фиксированных содержащими хром жидкостями, которые при
наклеивании чистой водой легко всплывают; см. 546).
542. Приготовление раствора белка с глицерином. Белок свежего
куриного яйца хорошо взбалтывают с равным количеством химически чистого
глицерина и фильтруют через складчатый фильтр. Раствор фильтруется
очень медленно; для предотвращения гниения как к фильтруемой жидкости,
так и к фильтрату сразу же прибавляют по кусочку камфоры или тимола.
Рекомендуется также прибавление формалина (1 : 100). Белок—глицерин
в хорошо закрытом сосуде сохраняется долго.
543. Вместо куриного белка можно смешать с глицерином равное
количество сывороточного альбумина (Albuminum purissimum из крови).
544. Сухой метод наклеивания белком. На хорошо вымытое предметное
стекло наносят стеклянной палочкой небольшую каплю раствора белка
с глицерином и кончиком пальца или тонким льняным платком растирают
его очень тонким слоем. Затем на атот слой кладут срез глянцевой стороной
книзу. Сначала кисточкой прижимают один угол среза и от этого угла слегка
проводят по всему срезу, пока он не расправится и не раскрутится. Лишь
после этого срез прижимают кисточкой к стеклу так, чтобы между ним и
стеклом не было больше никаких пузырьков воздуха (последние заметны
с нижней стороны стекла в виде зеркально отсвечивающих мест). Цри
расправлении предметное стекло кладут на стол на черную подкладку.
После этого для коагуляции белкового слоя предметное стекло следует
'ыстро подогреть над слабым газовым или спиртовым пламенем, не доводя
гарафпн до плавления. Чтобы не повредить препарат, нужно избегать
сильна :г:> нагревания. (При проверке температура предметного стекла должна
~2£тъ еще хорошо переносима тыльной стороной кисти.)
Срезы, приклеенные таким образом, могут быть сразу же, без
последующего высушивания, подвергнуты дальнейшей обработке. Метод быстрый и
надежный. Препараты пристают прочно и отстают лишь в крепких кислотах
п щелочах. Недостаток метода состоит в том, что нежные и тонкие срезы при
наклейке легко ^повреждаются; в некоторых случаях они плохо
расправляются.
545. При резке и.наклейке в сухом виде употребляют плоскую кисточку
пз не слишком жесткой щетины (рис. 10). Для наклейки водой пользуются
плоской кисточкой из мягкого волоса. . ' ,
9»

i$2
Глава VIII
546. Белково—водный метод, предложенный Геннеги (1891), а позднее
Икеда (поэтому его называют также японским методом) и многими другими,
лишен указанных выше недостатков. Он существует во многих
модификациях, из которых приведу следующие.
а. На предметном стекле растирают тонким слоем немного белка с
глицерином; затем кисточкой и пипеткой наносят пару капель
дестиллированной воды, кладут на нее срезы и расправляют, осторожно нагревая (см. 535).
Большие расправленные срезы (см. 540) можно вылавливать из чашки
предметным стеклом, смазанным белком. После этого следует многочасовое
высушивание в термостате п, наконец, коагуляция белкового слоя
путем нагревания над пламенем (см. 544).
б. Апатп (1912) наносит на хорошо вымытое стекло немного
воды, содержащей белок с глицерином, накладывает срезы,
подогревает их до расправления, затем сливает избыток воды и
высушивает. (Вода с белком и глицерином: 1 каплю белка с
глицерином взбалтывают с 4 см3 дестиллированной воды.)
в. Превосходным, но несколько более сложным является
следующий метод Апати: на предметном стекле очень тонким слоем
растирают каплю белка с глицерином и подогревают стекло
натертой стороной кверху, над некоптящим пламенем до
появления беловатых паров (запах акролеина). После охлаждения на
подготовленный слой наносят кисточкой немного 30-градусного
спирта, накладывают препараты, подогревают и высушивают
(см. 535). Последующая коагуляция нагреванием не нужна.
Этот метод можно вполне рекомендовать, так как при: его
применении срезы отстают исключительно редко. Обычно же
оказываются достаточными и более быстрые методы а и б, а также
метод, описанный выше (см. 535). \
547. Весьма рекомендуется способ, предложенный Рюйтером
(1931): на предметное стекло вместо воды наносят одну каплю
смеси из 2 см3 ацетона, 1 капли метилбензоата и 8 см3
дестиллированной воды. Уже'легкого нагревания достаточно для полного
расправления.
Сначала смешивают метилбензоат с ацетоном, затем
прибавляют воду. Можно еще добавить 2—3 капли белка с глицерином,
Рюйтер рекомендовал этот метод прежде всего для
целлоидин—парафиновых срезов; последние обладают тем неприятным свойством, что при обычных
методах наклейки (см. 533, 544 или 546) часто лишь с трудом расправляются
и плохо приклеиваются. Способ, однако, вполне применим и для обычных
парафиновых срезов, так как они при этом быстро и хорошо расправляются,
и обычно при нагревании до меньшей температуры, чем в тех случаях,
когда употребляется вода или 30-градусный спирт. Этот способ особенно
полезен для срезов, содержащих хрящ или кость, которые при этом
расправляются очень ровно. Вредного влияния примесей (ацетон) • на
тонкие структуры среза я установить не мог.
Рис. 10.
Кисточка
для
сухого
наклеивания.
Особые методы наклейки парафиновых срезов
548. Особенно ломкие, легко уплывающие парафиновые срезы, как,
например, эмбрионы с очень богатым содержанием желтка или осмирован-
ный материал, сперва наклеивают по методу, указанному выше (см. 546).
Прсле высушивания срезов сначала растворяют парафин ксилолом. Затем
препараты на 2—3 мин. поступают в абсолютный спирт, а оттуда на 3—5 мин,
в сильно разбавленный, приблизительно 0>5-процентньпЬ раствор целлоидина
в спирт — эфире. Далее раствору дают стечь, и препараты еще до.полного

Наклейка срезов
133
высыхания эфира (осторожно!) переносят в 70-градусный спирт, в котором,
уплотняется тончайший слой целлоидина, покрывающий^препараты; после
этого промывка, окраска и т. д.
Этим способом можно предохранить от всплывания и плохо высушенные
срезы (см. 536).
О соединении нескольких парафиновых срезов путем поливки
целлоидином (метод Обрегиа; см. 563).
549. Срезы, которые подвергаются влиянию сильнодействующих веществ
(например, сильные кислоты, щелочи, переваривающие жидкости, и т. п.),
Ольт рекомендует приклеивать желатиной. Для этого на водяной бане
растворяют 10 г тонкой желатины в 100 еж3 дестиллированной воды, прибавляют для
просветления раствора белок одного куриного яйца и, помешивая, кипятят
10 мин. Горячий раствор фильтруют и добавляют 10 см3 5-процентного
раствора карболовой кислоты. Для наклейки около 10 г этой застывающей при
охлаждении массы растворяют, слегка нагревая в 100 см3 дестиллированной
воды. Раствор употребляют, как указано выше (см. 533 или 546), вместо
дестиллированной воды или воды с белком и глицерином, причем для
расправления срезов их можно подогреть. После этого отсасывают фильтровальной
бумагой избыток жидкости, а срезы, переносят на 1 час в хорошо
закрывающуюся стеклянную банку или эксикатор, на дно которых ставят чашечку
с 40-процентным формалином. После действия формалиновых паров
предметные стекла помещают еще на несколько минут в 10-процентный водный
раствор формалина. Затем их высушивают сперва фильтровальной бумагой,
а потом в термостате. Пары формалина настолько уплотняют тонкий слой
желатины, что срезы не отстают даже при действии щелочей. Недостаток
метода—подкраска желатины, которая происходит при некоторых окрасках.
Подробности употребления этого метода см. 561.
550. Методы Сцдмбати (1917):
а. Растворяют 1 часть желатины при 40° в 100 частях дестиллированной
воды и прибавляют 1 часть 2-процентного раствора карболовой кислоты.
После охлаждении фильтруют и добавляют'15 частей глицерина. Этим
раствором приклеивают срезы так же, как и водой с белком и глицерином. Затем
срезы на 1 час помещают в банку с парами формалина.
б. На предметном стекле растирают немного указанного выше раствора
желатины, добавляют 1 каплю 2-процентного раствора формальдегида,
размазывают ее по стеклу, дышат на стекло и приклеивают срезы. Сушат в
термостате.
в. Наклеивают смесью 1-процентной желатины и 2-процентного раствора
формальдегида (1 : 1). Сушат в термостате.
Срезы не должны отставать даже в щелочах. Желатина не подкрашивается.
551. Очень большие плп содержащие много соединительной ткани срезы
Мпхаэлпс расправляет сперва в воде при .35—40°, вылавливает их предметным
:теклом п плотно прижимает к стеклу гладкой папиросной бумагой. Затем
бумагу с приклеившимся к ней срезом снимают со стекла и обрезают по самой
ZrTzcepnn среза, после чего срез с бумагой приклеивают, крепко прижимая
zrгрому стеклу, намазанному белком (см. 544). Далее—коагуляция белка
путем нагревания и т. д. При последующей обработке бумага отпадает.
552. Если требуется, например для целей преподавания, одновременно
и одинаково обработать большое число парафиновых срезов, то их
наклеивают на тонкие слюдяные пластинки соответствующих размеров (например,
9x12 см). Для этого листок слюды кладут на стеклянную пластинку и
вылавливают им парафиновые срезы, плавающие в теплой белковой воде; их
располагают рядами и помещают сохнуть в сушильный шкаф. После-высушива-
ния пластинку освобождают от парафина, окрашивают и через спирты
переводят в ксплол, так же, как и обычный препарат, наклеенный на предметное

134 Глава VIII
стекло. Лишь после этого слюдяные пластинки разрезают на отдельные
препараты и заключают их в бальзам. Если окрашенную и доведенную до ксилола
пластинку погрузить на мгновение в горячий парафин, то такие препараты
можно в незаключенном виде хранить неограниченно долго (например, для
целей преподавания).
Петри (1942) вместо дорогостоящей слюды применяет следующий способ
с использованием особого лака: а) парафиновые срезы сериями помещают на
большое предметное стекло, окрашивают и т. д., как обычно, и доводят до
абсолютного спирта; б) предметные стекла по одному вынимают из
абсолютного спирта; испаряют спирт, пока срезы не приобретут матовый вид; в)
капают жидким спримолоидным лаком для гистологических целей, пока он не
покроет всю поверхность предметного стекла ровным слоем; оставляют сохнуть
до образования тонкой пленки (около 10 час); г) на одной стороне отслаивают
пленку, после чего кладут стекло в дестиллированную воду, в которой
пленка вместе с окрашенными препаратами через 1—2 часа отслаивается
сама; д) высушивают между фильтровальной бумагой под грузом; е) для
хранения парафинируют; сохраняют между двумя предметными стеклами.
НАКЛЕИВАНИЕ ЦЕЛЛОИДИН-ПАРАФИНОВЫХ СРЕЗОВ
553. Наклеивание целлоидин—парафиновых срезов обычными методами
часто бывает связано с некоторыми затруднениями, которые, однако, можно
преодолеть следующим образом: а) на поверхности предметного стекла
растирают каплю белка с глицерином; б)наносят каплю жидкости Рюйтера(см. 547);
в) накладывают на стекло срезы и расправляют их нагреванием; г) сливают
избыток жидкости, накладывают несколько гладких полосок
фильтровальной бумаги и прижимают срезы, энергично проводя пальцем по бумаге;
д) помещают в сушильный шкаф; е) коагулируют белковый слой
нагреванием.
554. Пфуль (1940) избегает расправления срезов нагреванием; он
расправляет срезы кисточкой и иглой на предметном стекле с белком и водой
_и вальцует их чистой пропускной бумагой. После этого срезы должны
дополнительно высохнуть в тепле.
НАКЛЕИВАНИЕ ЦЕЛЛОИДИНОВЫХ СРЕЗОВ
555. Целлоидиновые срезы можно подвергать дальнейшей обработке как
в ненаклеенном, так и в наклеенном виде*. В первом случае их собирают
в 70-или в 80-градусном спирте и, как и ненаклеенные замороженные срезы,
переносят из жидкости в жидкость с помощью шпателя или иглы (см.
также 584).
Если же срезы должны быть наклеены, то для нетолстых срезов
рекомендуется пользоваться русским методом (см. 557), который допускает и полное
' удаление целлоидина, что имеет большое значение для ряда окрасок, при
которых целлоидин сильно подкрашивается.
Если, однако, целлоидин можно сохранить, то для приготовления серий
срезов рекомендуется метод Обрегиа (1890), при котором целлоидиновые
срезы можно в любом количестве соединять в одну целлоидиновую
пластинку; последняя в дальнейшем обрабатывается как* один неприклеенный
целлоидиновый срез.
Серийные срезы крупных объектов, например мозга, можно нумеровать
при резке черной тушью. После этого их можно" окрашивать вместе без
опасности смешения.
• 556. Чтобы обойтись без нумерации при приготовлении серий более
крупных спирт—целлоидиновых срезов, Шаррер (1933), по мере поступления сре-

Наклейка срезов
135
зов с ножа, нанизывает их швейной иглой на нитку, лежащую в чашке с 70-
градусным спиртом. К концу нитки с 50 срезами привешен в качестве груза
кусочек металла. Каждую вязку снабжают текущим номером. Затем вязка
проводится через краску и т. д., причем нужно смотреть,чтобы срезы не очень
плотно прилегали друг к другу. Наконец, их переносят через пропиловый
•спирт в ксилол. Здесь срезы снимают с нитки и заключают в правильной
последовательности.
557. Метод Рубагикина (1907), Данчаковой (1908)—русский метод.
'Срезы, нарезаемые в 70-градусном спирте, разглаживают на ноже и при
помощи шпателя, захватывая по возможности меньше спирта, переносят на
предметное стекло, на поверхности которого предварительно растирают
маленькую капельку белка с глицерином (2 :1). Срезы после полного
расправления прижимают несколько раз сложенной гладкой фильтровальной
бумагой и обливают чистым гвоздичным маслом. Когда срезы полностью
просветлятся (через 5—20 мин.), масло сливают, и предметное стекло помещают в 95-
градусный или абсолютный спирт; через 5—10 мин. его переносят во второй
и третий стаканчик с абсолютным спиртом и затем для полного растворения
целлоидина помещают еще в стаканчик со спирт—эфиром или метиловым
•спиртом. После этого—70-градусный спирт и т. д.
558. Срезы толщиной от 5 до 12 р, приклеиваются этим способом вполне
ладежно, более же толстые (15 р. и толще), напротив, легко всплывают. Этот
метод пригоден и для тонких масляно—целлоидиновых срезов. Срезы,
нарезанные в сухом виде или в масле, переносят сперва в 99-градусный спирт, затем
располагают их на предметном стекле, прижимают фильтровальной бумагой
и т. д. Вместо гвоздичного масла можно взять метилбензоат. По Ленеру
{1924), срезы ненужно оставлять в гвоздичном масле па долгий срок, так как
щэи этом наступает сжатие.
Аничков (1910а) переносит срезы после обработки гвоздичным маслом
не в спирт, а в ацетон и далее, в 70-градусный спирт, воду и т. д.
559. Иордан (1900) натирает поверхность предметного стекла
небольшим количеством белка с глицерином,.обильно смазывает хлороформом с
кедровым маслом (8 :1) и кладет на него масляно—целлоидиновые срезы, которые
при легком нагревании хорошо расправляются; затем помещает их для сушки
в сушильный шкаф. Далее препараты поступают в абсолютный спирт, спирт—
Эфир |И т. д.
560. По итальянскому методу (Караччи, 1909) серийные срезы сперва
переносят с ножа на смоченные 70-градусным спиртом полоски туалетной
бумаги и здесь их расправляют. Затем полоску бумаги, которая не должна
быть слишком-влажной, кладут на предметное стекло, обработанное белком,
п крепко прижимают срезы к стеклу. После этого бумагу осторожно снимают;
далее—96-градусный спирт, гвоздичное масло, абсолютный спирт и т. д.
561. По методу Ольта (см. 549), при целлоидиновых срезах поступают
следующим образом: на предметном стекле растирают пальцем маленький кусо- •
--:ек белок—желатины; на подготовленную таким образом поверхность кладут:
г.: c'0-градусного спирта разглаженный целлоидиновый срез, стараясь при
т ■ 21 захватить как можно меньще жидкости; хорошо прижимают срез к
стеклу гладкой фильтровальной бумагой и подвергают предметное стекло
действию паров формалина (см. 549). Затем кладут в воду и т. д.; если же
нужно растворить целлоидин, то через 80-градусный спирт предметное
отекло переносят в спирт—эфир и т. д.
562. При толстых целлоидиновых срезах все эти методы ненадежны.
Для наклейки толстых срезов Фиеандт (1931) выработал способ, основанный
на превращении под действием света хромовой желатины в нерастворимое
соединение. К сожалению, метод довольно трудоемкий, так что в отношении
деталей его применения нужно обратиться к оригиналу.

136
Г лава VIII
563. Принцип метода Обрегиа (1890) состоит в следующем. Стеклянную
пластинку покрывают слоем сахара, накладывают на него целлоидиновые
срезы, ^которые покрывают тонким слоем целлоидина. При помещении в воду
сахарный слой растворяется, и срезы, соединенные целлоидиновой пленочкой
в один листик, отделяются. Метод* очень рекомендуется для упрощения
одновременной обработки учебных препаратов и т. п.
а. Предварительная обработка стеклянной пластинки. На чистую
стеклянную пластинку наливают нескодько кубических сантиметров раствора
сахара приводимого ниже состава и, наклоняя пластинку то в одну, то
в другую сторону, распределяют раствор равномерным тонким слоем по
всей, поверхности. Избыток жидкости сливают обратно в бутылку, и
пластинку несколько часов высушивают в сушильном шкафу при температуре
около 40°. Поверхность сахарного слоя после высушивания должна
быть зеркально гладкой, что достигается лишь при полном растворении
сахара и последующей фильтрации раствора (возможно приготовление
про запас).
б. Наложение срезов. Срезы собирают в желательной
последовательности полосками непроклеенной бумаги (например, из однос^ороннеглянцевой
туалетной бумаги) таким образом: к расправленному на ноже срезу
прикладывают гладкой стороной полоску бумаги, смоченную 70-градусным спиртом,
срезы пристают к бумаге и их можно вместе с ней осторожно снять с ножа.
Пока не будет получено достаточное количество срезов, полоски бумаги, во
избежание высыхания, кладут на слой фильтровальной бумаги, смоченной
70-градусным спиртом. Наконец, полоски бумаги со срезами, обращенными
книзу, накладывают на подготовленную заранее стеклянную пластинку.
Когда все срезы наложены, их покрывают куском фильтровальной бумаги
и крепко прижимают к стеклу. После этого осторожно, начиная с одной
стороны, снимают полоски бумаги так, как это делают с переводными
картинками. Затем крепко приставшие к сахарному слою срезы поливают слабым
раствором целлоидина (см. ниже). Избыток целлоидина сливают и, равномерно
наклоняя стеклянную пластинку то в одну, то в другую сторону, дают ему
застыть. Целлоидиновую пленку надрезают с трех сторон пластинки, на
расстоянии приблизительно 0,5 см от краев, после чего пластинку переносят в
воду. Когда слой сахара растворится, объединяющая срезы целлоидиновая
пленка легко отделяется от стекла. При этом четвертая, ненадрезанная
сторона вначале еще остается прикрепленной к стеклянной пластинке. Если
вынимать эту сторону из жидкости первой, то можно с удобством переносить
препараты в расправленном состоянии из одного раствора в .другой. После
окраски препараты переносягиз 96-градусного спирта в карбол-ксилол или,
лучше, в безводный изопропиловый спирт или терпинеол. Здесь или в ксилоле
их нарезают ножницами на маленькие кусочки.
Приготовление раствора сахара: 150 а
порошкообразного леденцового сахара растворяют в 150 еле3 кипящей дестиллированной
воды (раствор А); далее 50 г желтого декстрина растворяют отдельно в 50 см9
кипящей дестиллированной воды (раствор Б). После охлаждения к
раствору А приливают 200 см3 80-градусного спирта, а затем раствор Б.
Для удаления возможных загрязнений раствор декантируют.
Приготовление целлоидинового раствора: 10 г
высушенного целлоидина или фотоксилина оставляют на ночь набухать н
100 см3 абсолютного спирта, а затем растворяют, прибавляя 100 см3 эфира.
564. С небольшими изменениями этот метод может быть очень хорошо
использован и для соединения парафиновых срезов. В этом случае поступают
следующим образом: а) стеклянную пластинку покрывают указанным выше
раствором сахара, который целесообразно развести равным количеством
дестиллированной воды (Неймайер, 1908); накладывают срезы и, как обычно;

Наклейка срезов
137
расправляют легким нагреванием; б) высушивают в сушильном шкафу при
40°; в) помещают стеклянную пластинку в ксилол (для этого лучше всего
взять стеклянную ванночку, употребляемую в фотографии) на 10 мин.;
г) перекладывают в 2 порции абсолютного спирта, 5—10 мин.; д) дают стечь
спирту и обливают целлоидиновым раствором, как указывалось выше; е)
после застывания целлоидина кладут в 70-градусный спирт, затем надрезают
целлоидиновую плёнку, переносят в воду и обрабатывают далее, как
указано выше (см. 563).
565. Метод Обрегиа представляет собой развитие способа Вейгерта,.при
котором стеклянную нластднку вместо сахара покрывают слоем коллодия,,
так что срезы оказываются заключенными между двумя листками коллодия.
Если способ Вейгерта предпочесть описанному выше методу, то его лучше
применять в модификации .0. Фишера (1925).
566. Д. Леви (1937) рекомендует следующий метод: а)
спирт—целлоидиновые срезы располагают на предметном стекле, смачивая 96-градусным
спиртом (срезы прп этом должны соприкасаться краями); б) накладывают полоски
гладкой фильтровальной бумаги и быстро придавливают срезы к стеклу;,
в) быстро перекладывают предметное стекло с еще влажными срезами в спирт—
эфир (1: 4) на 10—20 сек. (срезы с диаметром менее 5 мм—лишь на 5 сек., так
как при слишком длительном погружении они легко отстают); г) переносят
в 70-градусный спирт, где целлоидин снова уплотняется; теперь срезы прочно-
пристают к стеклу и соединяются между собой; д) дестиллированная вод»
и т. д.
567. Нарезанные в терпинеоле масляно—парафиновые,
масляно—целлоидиновые или масляно—желатиновые срезы Апати сперва переносит на
гладкую, смоченную терпинеолом папиросную бумагу (основной листок); на неа
накладывается второй промасленный покровный листок. В таком ненаклеён-
ном виде срезы можно хранить. Для наклеивания срезы вместе с бумагой
кладут покровным листком вниз на стеклянную пластинку. Сверху покрывают
сухим листком папиросной бумаги и проглаживают, слегка надавливая. При
большой влажности этот процесс повторяют еще раз с новой бумагой. Затем
захватывают лежащую над срезами бумагу за угол и осторожно отгибают ее г
при этом срезы остаются приставшими к бывшему покровному листку. (Если
срезы пристали к снимаемому листку, то это указывает на то, что бумажка
была слишком сухой; тогда ее следует предварительно немного смочить
терпинеолом.) После этого бумагу кладут срезами вниз, на предметное стекло,
намазанное небольшим количеством белка (см. 546, а или в) и прижимают
к стеклу. Затем накрывают сухой папиросной бумагой, кладут на нее
предметное стекло и все вместе переносят на металлическую пластинку, нагретую,,
по крайней мере, до 65°. При этом на верхнее предметное стекло немного
надавливают пальцем и ждут, пока оно тоже прогреется до указанной температуры,
что происходит быстро. В случае надобности можно нагревать и над пламенем
но бумага не должна загораться). После этого еще теплые предметные стекла,,
не сдвигая, ставят в спирт—хлороформ (смесь равных количеств) в наклонном
г;ложении так, чтобы предметное стекло, несущее срезы, находилось снизу.
Через несколько минут стекла можно отделить друг от друга; бумага же-
отстанет сама. В случае необходимости можно еще растворить целлоидин
абсолютным спиртом и т. д. Если этим методом желательно наклеить спирт—
целлоидиновые срезы, то резать их нужно в 90-градусном спирте (максимум-
з течение 1 часа), затем снова уплотнить в 70-градусном спирте и расправить
з бергамотном масле; выловить из него срезы папиросной бумагой,
накрыть покровным листком, смоченным терпинеолом, и т. д.
(дальнейшие детали см. в оригинальной работе). При употреблении метода
наклепки, по Апати, срезы должны быть, следовательно, обезвожены, в
противном случае они при нагревании очень сильно сжимаются.

138
Глава VIII
НАКЛЕИВАНИЕ ЗАМОРОЖЕННЫХ СРЕЗОВ
568. Иванов (1936), улучшая метод, предложенный Аничковым (1910 Ь)
для наклеивания замороженных срезов, рекомендует поступать следующим
образом: а) предметное стекло намазывают белком с глицерином (2 : 1)
несколько гуще, чем обычно, и сушат 24 часа в парафиновом термостате (если
желательно обойтись без высушивания, то намазывают смесью равных частей
белка и 5-процентного формалина); б) вылавливают замороженные срезы из
дестиллированной воды на подготовленное предметное стекло; в)
накладывают 2 полоски гладкой фильтровальной бумаги и чистое предметное стекло,
которое слегка прижимают и сразу снова отнимают; г) для коагуляции
белкового слоя наносят на фильтровальную бумагу в месте, соответствующем
расположению среза, 1—2 капли абсолютного спирта или (при окраске на
жир) 40-процентного формалина; еще раз, накладывают предметное стекло,
которое в течение 30 сек. слегка прижимают; д) осторожно отнимают
предметное стекло, наносят 1—2 капли воды, затем снимают полоски фильтровальной
4бумаги и обрабатывают дальше.
569. Сцютс (1941) кладет на предметное стекло влажную полоску
целлофана (целлофановую пластинку, какие употребляют в хирургии для
перевязок) такой величины, чтобы один ее край выдавался за предметное стекло.
Затем из раствора вылавливают на целлофан подлежащие наклейке
расправленные срезы, осторожно отсасывают избыток жидкости фильтровальной
бумагой, снимают целлофановую полоску, взяв ее пинцетом за выступающий
край, и прижимают срезами вниз к предварительно подготовленному
предметному стеклу, которое намазывают белком с глицерином и 2—3 раза проводят
над пламенем, пока стекло не станет наощупь теплым; при этом белковый
слой должен оставаться влажным. К этому слою фильтровальной бумагой
прижимают полоску целлофана; затем осторожно нагревают предметное
стекло до коагуляции белкового слоя (легкие пары). Лежащая сверху полоска
целлофана легко отстает при помещении в воду. По Сцютс)г, наклеенные срезы
можно держать в 70-градусном спирте или, после обсушивания
фильтровальной бумагой, сохранять в высушенном состоянии. Цосле окраски Сцютс
обрушивает препарат фильтровальной бумагой, 6uctpo обезвоживает ацетоном
и переносит через бензол в бальзам. Сцютс особенно рекомендует этот метод
при импрегнациях серебром.
При использовании желатинового метода Ольта желатиновые срезы
переносят сначала в раствор 10 г белок—карбол—желатины в 100 смг воды. Затем
срезы вылавливают на предметное стекло; отсасывают избыток жидкости
и уплотняют в парах формалина.
О наклейке желатиновых замороженных срезов см. ниже (471 и 472).
О наклейке срезов, полученных ножом глубокого охлаждения, по Шультц-
Браунсу, см. 524.

Глава IX
ДАЛЬНЕЙШАЯ ОБРАБОТКА НАКЛЕЕННЫХ
И НЕНАКЛЕЕННЫУ СРЕЗОВ ДО ОКРАСКИ
ПАРАФИНОВЫЕ СРЕЗЫ
570. После полного высушивания (и коагуляции белкового слоя)
наклеенные парафиновые срезы на короткое время (2—5 мин.) помещают для
освобождения от парафина в ксилол. После растворения парафина препараты
переносят в абсолютный спирт (2—5 мин.), затем в 96-, 80- и 60-градусный
спирты (по 1—2 мин.) и, наконец, в воду.
Указанные сроки являются минимальными и без вреда могут быть во
много раз увеличены.
Для учебных целей препараты достаточно перенести в воду через ксилол,'
абсолютный спирт и 80-градусный спирт. v
571. Если срезы, оказавшиеся прокрашенными в результате окраски
в куске, были приклеены только водой (см. 535), что в этом случае вполне
достаточно, то после освобождения от парафина их можно сразу заключать
в канадский бальзам. Напротив, парафиновые срезы, приклеенные белком _
с глицерином, после растворения парафина в ксилоле не следует сразу
заключать в канадский бальзам. До этого их всегда нужно проводить
через абсолютный спирт для удаления глицерина; в противном случае
может появиться муть.
572. Иодирование и удаление иода. Срезы препаратов, фиксировавшихся
жидкостями с сулемой, при проведении через ряд спиртов должны пройти
через спирт, содержащий иод. Срезы следует иодировать и после
предварительного иодирования кусочков (см. 327). Для этого к 80-градусному
спирту прибавляют несколько капель йодной настойки или, лучше,
раствора Люголя, в котором срезы должны находиться до тех пор,
пока наблюдение под микроскопом не покажет, что они свободны
от осадка сулемы. (С осадком сулемы не следует, конечно, смешивать
находящийся в препарате пигмент.) После иодирования срезы нужно
освободить от иода, так как он вредно влияет на ряд каменноугольных
красителей и на окраску гематоксилином. Для этого срезы помещают в 0,25-про-
пентный раствор гипосульфита, который готовят из запасного
2,5-процентного раствора и время от времени обновляют (см. также 328). Срезы, обычно
еще слегка желтоватые после спирта с иодом, в гипосульфите быстро
становятся совершенно белыми. После этого их основательно промывают
з воде.
Таким образом, для препаратов, содержащих сулему, последовательность
проводки будет такая: ксилол—абсолютный спирт—96-градусный спирт—
SC^-градусный спирт—80-градусный спирт с иодом—60-градусный спирт—
иестпллированная вода—0,25-процентный раствор гипосульфита—вода.
Иодирование и т. д. нужно производить основательно, так как при
известных условиях, даже через 1—2 года после заключения препарата, в нем
могут постепенно появиться черные шарики ртути:
573. Вместо ксилола можно употреблять и другие растворители (см. 405),
например толуол или бензол; для тонких окрасок лучше всего, повидимому,
ксилол. Хлороформ в качестве растворителя не рекомендуется.

140
Глава IX
574. По данным Бруха (1920), трихлорэтилен, предложенный Сафиром
(1920), вреден даже для обычно резистентных окрасок (например, для ге-
малауна) в тех случаях, когда действует дольше некоторого трудно
определимого срока. Тетралин, рекомендованный Драном (1912), обладает, по
сравнению с ксилолом, целым рядом недостатков (малая летучесть, неприятный
запах и т. п.).
575. Для очистки бывших в употреблении ксилола или толуола к ним
прибавляют при охлаждении половинное количество серной кислоты и
хорошо взбалтывают. К отделившейся жидкости для удаления остатков кислоты
и воды добавляют 20 г безводного углекислого натрия на 1 л. Через 2—3 дня
раствор отфильтровывают, добавляют 20 г животного угля, кипятят 1—2 часа
на песочной бане с обратным холодильником и затем дестиллируют ксилол
при 140°, а толуол при 110°. (Осторожно, огнеопасно!)
576. При переносе предметных стекол из одной жидкости в другую им
дают хорошо стечь, чтобы следующая жидкость по возможностименьше
загрязнялась предыдущей. При этом, однако, препараты не должны
подсыхать, что особенно легко случается при переносе из
летучих сред, например из бензола, эфира и т. п. Высыхание
определяется по побелению срезов.
577. Ненаклеенные парафиновые срезы переносят через
ксилол и ряд спиртов в воду в принципе так же, как и
наклеенные. Переносят срезы в расправленном состоянии при
помощи шпателя или предметного стекла и иглы.
578. В определенных случаях рекомендуется переносить
срезы в раствор красителя и т. д. сразу с микротома и
растворять парафин лишь перед заключением препаратов.
Срезы переносят с микротома в слегка подогретый (30—
Рис. 11. Ста- ^5°) РаствоР красителя и оставляют в нем плавать. Они вскоре
канчик для расправляются и очень хорошо окрашиваются (хотя и
неокраски, сколько медленно). После окончания окраски срезы
основательно промывают и наклеивают водой или белком с
глицерином; избыток воды отсасывают фильтровальной бумагой. После
высушивания—дальнейшая обработка (см. 571).
Проницаемость парафиновых срезов для водных растворов еще до
растворения парафина используют, с небольшими модификациями, в различныг
случаях: например, при окраске материала, который лишь с трудом
разглаживается при наклеивании (окостенения, сосуды), при обработке
переваривающими жидкостями, азотнокислым серебром и т. д.
579. Стеклянные сосуды для промежуточных -жидкостей и растворое
красителей. Для наклеенных препаратов обычно используют
цилиндрические стеклянные сосуды высотой 8,5 см, внутренним диаметром около 3,5 см
(рис 11); они закрываются свободно накладывающейся крышкой. Чтобы
они не опрокидывались, их ставят в деревянную колодку с соответствующими
углублениями. На рис 12 показано (в поперечном разрезе), как в таком
сосуде можно разместить 6 предметных стекол (по 2 стекла, прилегающих друг
к другу свободными поверхностями) без соприкосновения сторон с
приклеенными срезами.
Рекомендуется также изображенный на рис. 13 сосуд с притертой пробкой.
Для неприклеенных срезов лучше всего употреблять неглубокие
стеклянные банки с пришлифованным колпачком или со снабженной желобком
крышкой.
580. Для одновременной обработки большого числа различной величины»
предметных стекол Студничка (1938) берет кристаллизатор диаметром
около 18 см и высотой отвесной стенки, цо меньшей мере, 76мм и ставит в него
второй такой же кристаллизатор диаметром 15 см, наполненный^ водой.
с

Обработка срезов перед окраской
141
В образовавшееся между ними промежуточное пространство помещают
раствор красителя и препараты.
581. При работе во влажном воздухе рекомендуется ставить склянки
.с ксилолом и абсолютным спиртом в предохранительные стаканы с
пришлифованными колпаками (рис. 14), дно которых покрывают соответствующим
Рис. 12.
Стаканчик для окраски
с 6
поставленными в него
предметными стеклами
(поперечный разрез).
Рис 13.
Стаканчик с
пришлифованной
. крышкой.
Рис. 14. Защит-
иый стакан с
притертым
стеклянным колпачком.
высушивающим веществом, например, пятиокисыо фосфора, хлористым калием
и т. п. Вейденрейх (1926) погружает в стакан для окраски, предназначенный
для абсолютного спирта и ксилола, стеклянный сосудик, наполненный
соответствующим обезвоживающим средством. Крышка сосудика сделана из
фильтровальной пластинки иенского стекла, которая допускает
взаимодействие между реактивами.
582. Очень употребительны стеклянные или фарфоровые кюветы с
желобками, вмещающие 10—20 предметных стекол. Одновременную обработку
36 предметных стекол можно
провести с помощью особой
металлической рамки, предложенной Гаузе-
ром, которая ставится в
соответствующую стеклянную кювету '
(рис. 15). Неймайер предложил
особое приспособление,
позволяющее вести в больших круглых
стеклянных чашках временную
обработку 100—200 предметных стекол.
В описанной Матисом (1933)
ванночке для окраски можно окраши- •
вать одновременно 106 препаратов. Рис. 15. Стеклянная кювета и стойка для
583. Перед окраской препараты окраски препаратов по Гаузеру.
после проведения через спиртовый
ряд обычно еще промывают короткое время в воде. Для этого узкую сторону
предметного стекла целесообразно зажать в небольшой пробковый /зажим,
какой употребляют для промывки фотоснимков, и стекло оставить плавать
в стакане с водой. Перед некоторыми окрасками препараты должны быть <
еще промыты в дестиллированной воде.

142
Глава IX
ЦЕЛЛОИДИНОВЫЕ СРЕЗЫ
584. Спирт—целлоидиновые срезы большей частью обрабатывают нена-
клеенными, так как целлоидин предохраняет срезы от повреждения. Срезы,
которые при резке смачиваются 70-градусным спиртом, сперва' собирают в>
70-градусный спирт и затем через 50-градусный спирт переносят в воду.
Препараты, фиксированные сулемой, иодируют (см. 572) и затем освобождают
от иода.
585. Если требуется сохранение целлоидина, то ненаклеенные масло—
целлоидиновые срезы прямо с ножа, на короткий срок, переносят в
96-градусный или в пропиловый спирт, которые целлоидин не растворяют, затем
в 80^-градусный спирт и т. д.
586. Дальнейшая обработка приклеенных целлоидиновых срезов. При ряде
• окрасок целлоидин настолько сильно подкрашивается, что его нужно удалять.
В этих случаях целлоидиновые срезы приклеивают одним из способов,,
указанных выше (см. 555—561), после чего целлоидин можно без ущерба
удалить; для этого предметное стекло помещают в спирт—эфир (смесь равных
..количеств), ацетон или метиловый спирт. Затем растворитель отмывают
чистым 96-градусным спиртом, и срезы дальше обрабатывают так же, как
и освобожденные от парафина наклеенные парафиновые срезы.
587. Гвоздичное Хгасло и метилбензоат также растворяют целлоидин,
но медленнее, чем ацетон, метиловый спирт или спирт—эфир. Вместо
гвоздичного масла, которое неприятно пахнет, а также портит многие окраски,
П. Майер (1916 Ь) рекомендует метилбензоат, который смешивается уже
с 90-градусным спиртом, с ксилолом и т. д. и с канадским бальзамом. Он
растворяет целлоидин, но не парафин; с глицерином метилбензоат не
смешивается (=1,57). '
588. Наклеенные целлоидин—парафиновые срезы помещают сперва
в ксилол, абсолютный спирт, метиловый спирт или спирт—эфир,
96-градусный спирт и т. д. (см. 270).
ЗАМОРОЖЕННЫЕ СРЕЗЫ
589. Замороженные срезы, наклеенные или ненаклеенные, находящиеся
обычно в дестиллированной воде, ни в какой особой предварительной,
обработке не нуждаются. Поэтому их прямо переносят в раствор красителя.
Если он спиртовый, то целесообразно еще включить промеясуточный
низкопроцентный спирт. О растворении желатины см. 470.
О дальнейшей обработке срезов, полученных при резке ножом глубокого
охлаждения Шультц-Браунса, см. 525.

Глава X
ОКРАСКА
ОБЩИЕ ЗАМЕЧАНИЯ
590. Установление того факта, что определенные составные части клеток
и тканей воспринимают п удерживают известные красители с большей
интенсивностью, чем другпе, пмело для гпстологпп выдающееся значение. Только
благодаря этому удалось четко выявить п без труда отличить друг от друга
многочисленные структуры, которые из-за своих показателей преломления
были не видны или неясно видны в неокрашенном состоянии.
591. Применение в гистологической технике красителей и в настоящее*
время в значительной степени покоится на чисто эмпирических основаниях,
так как, несмотря на многочисленные.исследования, еще не удалось внести
ясность в сущность и условия процесса гистологического окрашивания. Само-
собой понятно, что из обсуждения этого вопроса должны быть изъяты чисто
химические реакции, идущие с образованием окрашенных соединений, такие,,
например, как реакции с берлинской лазурью. Они будут рассматриваться
в соответствующем разделе. В данном разделе речь идет, главным образом,,
об установлении факторов, обусловливающих окраску ткани природными
или искусственными красителями. Если еще недавно большинство авторов
придерживалось химической теории, которая сводила окраску к солеобразо-
ванию или к возникновению комплексных химических соединений, то в
настоящее время на первый план выступают попытки физико-химического
объяснения.
592. Среди физических факторов для гистологической окраски большую
роль играют, несомненно, скорость диффузии и концентрация раствора
красителя,- а также структурная плотность (величина пор) объекта. Значение
физических факторов было показано основополагающими образцовыми
исследованиями А. Фишера еще в 1899 г. Позднее, особенно Мёллендорф и era
школа (1923—1925), в качестве причины распределения красителей в
гистологическом препарате рассматривали скорость диффузии их растворов. При
этом плотность тканей определяет последовательность окраски отдельных
структур, дисперсность же красителя—скорость процесса окраски. Поэтому
краситель служит реактивом на соотношение плотностей, а не на
химические свойства.
593. На основании физико-химических отношений красителя и ткани
Мёллендорф (1924) различает пропитывающую и осадочную окраски.
При пропитывающей окраске, которая доступна всем структурам,
происходит полное пропитывание структур растворенным красителем.
Кислотные красители дают только пропитывающую окраску, основные красители
могут, кроме того, частично давать еще и осадочную окраску. При кислотных
красителях (в значительной мере и при основных) колориметрически
определяемая интенсивность окраски в эквимолекулярных растворах
увеличивается с падением дисперсности.
Осадочная окраска представляет собой поверхностное явление, которое
наблюдаемся лишь на определенных тканевых структурах. Она основана
на осаждении на поверхности этих структур основного красителя в прйсут-

144 ГлаваХ
ствии коллоидной: кислоты. С повышением.концентрации осадочная окраска
все время усиливается, пропитывающая же окраска при ряде красителей
{например, метиленовый синий, нейтральный красный) достигает максимума
{в указанном случае приблизительно при разведении 1 : 10 ООО), от которого
интенсивность общей окраски падает как при снижении, так и при повышении
концентрации. По Мёллендорфу, окраска ядер, зернистости тучных клеток,
хряща, слизи служат примерами осадочных окрасок. Протравные красители,
по Мёллендорфу, также дают осадочную окраску.
594. Вопреки этому, Пишингер подвергает сомнению то всеобъемлющее
значение, которое Мёллендорф придает дисперсности и диффузии. Пишпнгер
оспаривает также различие самой природы пропитывающей и осадочной
окрасок в смысле Мёллендорфа, так как в своих опытах он не мог найти
никаких оснований для признания локализации окраски на поверхностях в форме
осадков красителя. Опыты указывали скорее на то, что и при осадочной
окраске происходит адсорбция красителей на структурах. К такому же
результату приходит и Егер (1938).
595. Ведущую роль, несомненно, играют электрические свойства как
красителей, так и субстратов. Уже в 1905 г. Бете привел доказательства
существенного влияния на результат окраски содержания в растворе красителя,
кислот и щелочей.. Элементы тканей ведут себя при этом различно, благодаря
чему удается более или менее элективно выявлять определенные структуры
при характерных для них концентрациях Н-ионов. Эти исследования дали
основу для электростатического понимания природы гистологических
окрасок, которое в настоящее время защищается Келлером, Гикльгорном,
Исидором, Пульхером, Пишингером, Цейгером и др. Окраска фиксированных
гистологических препаратов как основными, так и кислотными красителями
представляет собой процесс адсорбции, в свою очередь тесно связанный
•с электрическим зарядом ткани. В соответствии с этим более химические
по своему характеру обозначения «кислая» и «основная ткань» лучше
заменить обозначениями «отрицательно» или «положительно» заряженная ткань.
Обоим этим понятиям нельзя придавать абсолютного значения, так как от
концентрации Н-ионов зависит, будет ли при данных условиях ткань аци-
дофильна или базофильна (см. также 1264).
596. Крайним защитником химической теории окраски является
Унна. „ -
По Унна (1928), всякая окраска начинается как чисто физический
процесс, при котором находящийся в растворе краситель проникает в более
грубые и более тонкие тканевые поры и там распределяется и накапливается
ло физическим законам (капиллярность, поверхностное натяжение). За этой
первой фазой, которая достигается в течение немногих минут, следует вторая
фаза собственно окраски, представляющая собой чисто химический процесс.
При этом химически различные структуры преодолевают
противодействующее акту окраски стремление к растворению со стороны той жидкой среды,
в которой был растворен краситель. На третьей стадии, во время дифференци-
ровки, можно с помощью более сильного растворителя модифицировать и
ограничить получившиеся вначале химические соединения. Готовый препарат
представляет собой новый химический индивидуум, в котором определенные
сродства отдельных структурных элементов связаны химически.
597. Уже это краткое введение позволяет заключить, что до настоящего
времени различные теории окраски остаются во многом еще несовместимыми
и противостоящими друг другу. Из противоречий между приводимыми
данными становится все более ясно, что процесс гистологической окраски по
овоей природе настолько сложен, что вообще невозможно выдвинуть какую-
либо общую теорию, которая удовлетворительно охватывала бы всю его
сущность. В. отношении дальнейших деталей следует обратиться к сводке

Окраска
145
Цейгера (1938), где имеется и относящаяся, сюда литература. Важные
наблюдения можно найти и в работах Секи.
598. Несмотря на то, что спорные вопросы еще не разрешены, эти методы
имеют значение красочных реакций, которые при учете морфологических
отношений дают возможность идентифицировать выявляемые ими структуры
с определенными частями ткани. Если, например, при децствии
определенного красителя в знакомом исследователю объекте характерно окрашиваются
известные части ядра или клеточные гранулы, эластические волокна или
капли слизи и т. д., то в случае появления подобной же окраски при
исследовании нового объекта с большой долей вероятности можно заключить, что и
здесь имеются подобные же части ткани. Это особенно справедливо, если
имеется также соответствие и в отношении к растворителям, переваривающим
жидкостям и т. д. Нужно, однако, всегда учитывать, что подобные результаты
окраски не дают возможности делать выводы о химических свойствах
структур. Далее нужно, конечно, принимать во внимание, что различные части
ткани очень часто обнаруживают одинаковое отношение к красителям, а также
и то, что предварительная обработка препарата (фиксация и т. д.) может
изменить реакцию ткани. Поэтому утверждение, что сходно красящиеся струк7
туры всегда одинаковы, приводит к ложным результатам. Подобные
заключения должны делаться лишь с особенной осторожностью и на основании
большого опыта. С другой стороны, с меньшим сомнением, можно принять, что
структуры, окрашивающиеся различно при одних и тех же обработках и в
одинаковых условиях, и в действительности различны. При окраске, как и при
фиксации, нужно считаться с возможностью появления артефактов. Поэтому
и здесь большое значение имеет сравнение с неокрашенными и, особенно,
со свежими, нефиксированными препаратами.
599. Разницу между кислотными и основными красителями нельзя
понимать как выражение отношения этих красителей, например, к лакмусу.
Обозначение основной в данном случае не равнозначно понятию щелочной.
Основной краситель представляет собой красящее основание или его соль,
соответственно, кислотный краситель—красящая кислота или ее соль.
Окрашенное вещество ароматического ряда, не содержащее солеобразую-
щих групп, само не может окрашивать. Оно обозначается как хромоген. Лишь
при введении одной или нескольких солеобразующих групп (хромофоры)
хромоген приобретает красящее свойство. В качестве групп, образующих
основания, нужно особенно указать на аминогруппу (NH2), моно- и диметил-
аминогруппу [NH-CH3 и соответственно N(CH3)2] и имидогруппу (NH).
Кислотообразующими группами являются группы гидроксильная (ОН),
карбоксильная (СООН), нитрогруппа (N02) и сульфокислотная группа
(S02OH). Хромоген с группой, образующей основание, дает основной
краситель, хромоген с кислотообразз^ощей группой—кислотный краситель.
Чем больше содержит краситель солеобразующих групп, тем обычно
интенсивнее его окрашивающая способность. Подобные солеобразующие группы
называют ауксохромными группами. Хромоген может содержать как группы,
образующие основания, так и кислотообразующие группы. Его природа
определяется тогда преобладанием той или другой группы. Красители, у
которых группы обоих типов находятся в равновесии, Михаэлис обозначил как
амфотерные..
При соединении водных растворов кислотного и основного красителей
часто выпадает новый, образованный соединением красящей кислоты с
красящим основанием, так называемый нейтральный краситель.
Таким образом,- нейтральный краситель представляет собой соль
красящего основания и красящей кислоты. С этим не следует смешивать так
называемую нейтральную красящую смесь, которая, как показал Михаэлис, ни
в химическом отношении, ни в отношении красящего действия не идентична
10 в. Ромейс

146
Глава X
с нейтральными красителями. Существенным для нейтральной красящей
смеси является одновременное присутствие основного и кислотного
красителей.
Кроме группы, образующей кислоты или основания, красящие свойства
хромогену может сообщить также индифферентная группа (например,—ОСН3,
— ОС2Нб или только — О). Подобные красители Михаэлис обозначает как
индифферентные красители. Подробности см. Михаэлис (1902).
600. Примерами кислотных красителей служат: ауранция, бензоазурин,
"бордо, конго'красный, эозин, эритрозин, индулин, световой зеленый SF,
нигрозин, оранжевый, пикриновая кислота, кислотный фуксин и т. д. Они
служат главным образом для окраски цитоплазмы и продуктов ее
дифференцирования. Их растворимость в воде обычно больше, чем в спирту.
К основным красителям относятся, например, бисмарк коричневый,
фуксин, генциановый фиолетовый, метиленовый синий, метиловый зеленый,
метиловый фиолетовый, тионин, толуидиновый синий и др. Они служат в
первую очередь для окраски ахроматина ядра, но при определенных условиях
окрашивают и другие структуры, например некоторые гранулы, слизь,
нервные элементы и т. д. В спирте они часто более растворимы, чем в воде.
В качестве примера нейтрального красителя можно указать эозиново-
кислый метиленовый синий. Триацидная смесь (метиловый
зеленый—кислотный фуксин—оранжевый) представляет собой нейтральную красящую смесь.
К индифферентным .красителям относятся столь важные для окраски
жировых веществ судан III и шарлах R. Окраска этими красителями
представляет собой типичный пример красящего процесса, в основе которого
лежат чисто физические явления.
601. Если требуется установить, является ли данный краситель
кислотным или основным, то, по Михаэлису, водный раствор красителя прибавляют
к насыщенному водному раствору пикриновой кислоты. Если появляется
осадок, то мы имеем дело с основным красителем, в противном случае—с
кислотным.
602. В соответствии с делением красителей на кислотные, основные и
нейтральные Эрлих различает также ацидофильные, базофидьные и нейтро-
фильные составные части тканей. При этом Эрлих принимает, что основные
красители окрашивают кислотные составные части тканей, кислотные же—
щелочные субстраты. Применимость этих обозначении даже с точки зрения
химической теории окраски ограниченна, так как в большинстве случаев
окрашивающиеся белковые вещества амфофильны, то есть при употреблении
однородных основных или кислотных смесей красителей они окрашиваются
как одними, так и другими компонентами (Паппенгейм). Таким образом,
обозначение ацидофильный или базофильный означает лишь то, что в амфотер-
ной молекуле преобладают в численном отношении или в отношении силы
своего химического сродства либо кислотные карбоксильные, либо основные
амидные группы. Поэтому при применении гетерогенной нейтральной смеси
кислотных и основных красителей одни субстраты воспринимают лишь
основной, а другие—лишь кислотный краситель, на воспринимая второй
компонент красящей смеси. В случае нейтрофилии имеет место равновесие.
Таким образом, базофилия и ацидофилин понимаются лишь как проявление
преобладания хромофилии при употреблении нейтральных смесей (см. также
595 и 1264).
603. Метахромазией называют явление, состоящее в том, что некоторые
составные части тканей в определенных растворах красителей принимают тон,«
более или менее сильно отличающийся от цвета раствора. Соответствующие
части тканей обозначаются как хромотропные. Так, например, тионин,
водный, раствор, которого имеет.фиолетовый ^вет, окрашивает слизь и гранулы
тутчвдх-клеток в-красный цвет.

Окраска
147
Явление метахромазии объясняют весьма различно. В отношении
многих нечистых красителей и но сейчас справедливо старое объяснение Фишера,
:: гласно которому метахромазия обусловлена загрязнением красителей со-
путствующими вещества™, окрашивающими в иной цвет. Такие, случаи лучше
обозначать, как аллохромазию (Ленер). Однако для химически чистых
красителей, дающих типичную метахромазию, как тионин,толуидиновый синий,
нейтральный красный, пиронин, новый голубой R, родамин О, это объяснение
:тпадает. Ганзен для объяснения метахромазии допускает наличие
гидролитического расщепления: метахромазия, по его мнению, основана на том, что
некоторые составные части тканей—слизь, амилоид, основное вещество хряща—
особенно сильно накапливают свободные молекулы красящего основания,
гидролитически образовавшиеся в водном растворе, и поэтому особенно
сильно подкрашиваются в его тон. Мёллендорф рассматривает
метахромазию просто как осадочную окраску, которая отличается от других
осадочных окрасок только тем, что образовавшийся осадок соответствующего
красителя по цвету отличается от цвета красителя в растворе. По Пишин-
геру, при метахромазии вместе с возникновением адсорбционного соединив-
ния между красителем и тканью появляется новое специфически окрашен-
шит тело.
Поворотным моментом в изучении проблемы метахромазии послужили
исследования Лизона (1955). Согласно этим исследованиям, основной
краситель лишь в том случае способен к метахромазии, когда присутствует хотя бы
одна не полностью замещенная аминогруппа и имеется возможность для
образования иминооснования. По Лизону, метахроматическое изменение окраски
представляет собой истинную гистохимическую реакцию, которая связана
исключительно с присутствием высокомолекулярного серного эфира типа
R—OS08 и его солей.
604. Типы гистологических окрасок. Если срезы оставляют в красителе
лпшь до тех пор, пока они не будут достаточно окрашены, то говорят о
прогрессивной окраске; регрессивной же называют такую окраску, при
которой срезы сперва перекрашивают в растворе красителя, а затем избыток
красителя удаляют путем отмывания (дифференцировки) в соответствующей
жидкости. Жидкость, служащая для дифференцировки, после окончания
процедуры должна быть тщательно отмыта. Если она не отмыта, то
продолжает действовать после достижения желательной степени дифференцировки
п при известных условиях может испортить окраску.
Как при прогрессивной, так и при регрессивной окраске
каменноугольными красителями рекомендуется брать не слишком концентрированные
растворы красителей. Так, например, 24-часовая прогрессивная окраска в сильно
разведенном растворе эритрозина дает более чистую картину структур,
чем кратковременная окраска крепким раствором. И при регрессивной
. краске можно рекомендовать употребление разведенных растворов, так как
после применения очень концентрированных растворов последующая
экстракция приводит часто к неравномерной пятнистой окраске. Кроме того, при
известных условиях сила, окраски может быть интенсивнее в разведенных,
чем в концентрированных растворах (см. также 593). Точно так же и диффе-
: енппровка при применении разведенных растворов проходит лучше и равно-
вернее. Толстые срезы для методов регрессивной окраски, в общем, менее
грпгодны, чем тонкие. Большие, объемистые срезы также обычно
окрашиваются неравномерно. При сравнении срезов особенно важно, чтобы они были
- авномерной и одинаковой толщины.
В связи с этим при регрессивных методах для получения хороших,
надежных результатов требуется некоторый навык. Поэтому при обучении нужно
начинать с более легких прогрессивных методов окраски, например с окраски
::-малауном и т. п.
10*

148
Глава X
605. Далее различают субстантивную (прямую) и аджектшную
{непрямую) окраску- Если объект непосредственно окрашивается в растворе
красителя, то это субстантивная окраска. Если он окрашивается
желательным образом лишь после предварительной обработки другим веществом, то
говорят об аджективной окраске.
606. Последний вид окраски в технологии крашения называется также
протравной окраской, а соответствующие красители—протравными
красителями. Природу протравной окраски объясняют различным образом.
В то время как С Бехер (1921) рассматривает ее главным образом с химической
точки зрения, Мёллендорф и Томита (1925) считают, что результат окраски
обусловливается физико-химпческпмп константами лакового раствора.
Однако, по Цейгеру (1938), и сложный процесс протравной окраски находит
удовлетворительное объяснение в электрических явлениях. Цейгер говорит
об этом, в частности, на основании работ, относящихся к кармину, гематеину,
к искусственным протравным красителям, орсеину и резорцин—фуксину.
607. Если на данный срез действуют разными красителями в смеси
(одновременно) или друг за другом (последовательно), то не все составные части
тканей среза окрашиваются в цвет самой смеси, а определенные части тканей
удерживают только один краситель» другие же части—другой. В зависимости
от числа скомбинированных красителей говорят о двойной, тройной или,
короче, о множественной окраске.
Если смесь из двух красителей окрасит срез равномерно в цвет смеси, то
это не будет двойной" окраской в нашем смысле слова. Только совершенно
определенные соотношения красителей дают множественные окраски,
имеющие ценность для гистологических исследований.
Настоящую множественную окраску представляет собой, например,
одновременная окраска ядра кармином или ядерным прочным красным в
красный цвет, а эластических волокон'резорцин—фуксином в темнофиолетовый.
Множественная окраска часто осуществляется таким образом, что один
краситель окрашивает весь препарат диффузно, другой же в определенных
местах перекрывает его. Если, например, препарат, окрашенный гемалаун—
эозином, кажется синим и красным, то это не потому, что ядра красятся только
гемалауном и не окрашиваются эозином; в действительности и ядра
подкрашиваются эозином. Однако на готовом препарате красная окраска ядер
оказывается перекрытой синей окраской гемалауна. Влияние эозина отчетливо
чувствуется также и по красноватой подкраске к синему цвету.
Во всех употребительных смесях, состоящих из различных кислотных
красителей, отдельные компоненты смеси обладают разными скоростями
диффузии; так, при окраске по Ван-Гизону фуксин-S диффундирует медленнее,
чем пикриновая кислота. В этом случае различный эффект окраски основан
на том, что более легко диффундирующий краситель проникает в более
плотные тканевые структуры, тогда как краситель, имеющий меньшую
диффузионную способность, проникает преимущественно в структуры с большими
порами.
608. Объект окрашивают до резки, в целом кусочке (в таком случае
говорят о тотальной окраске), а в случае резки неокрашенного материала
окрашивают отдельные срезы.
609. Тотальная окраска допускает более быструю работу, зато при
окраске срезов возможно постоянное наблюдение за процессом окраски под
микроскопом. Кроме того, при окраске нескольких срезов одного объекта можно
испытать самые различные методы окраски. Наконец, на срезах можно
использовать многие окраски, не применимые при тотальном окрашивании.
К таким окраскам относится прежде всего большинство множественных
окрасок. В некоторых случаях можно объединить оба метода так, что данный
объект сперва окрашивают в куске, а затем на срезах. '

Окраска
149
610. Влияние фиксации. Ряд окрасок (особенно с каменноугольными
красителями) можно применять с полным успехом лишь в том случае, еслп
препарат предварительно обработан определенным фиксатором. Очень многие
неудачи в микротехнике объясняются тем обстоятельством, что недостаточно
учитывается это основное правило.
Так, например, после фиксации в жидкости Флемминга гемалаун
окрашивает лишь с трудом, тогда как на этом же материале окраска сафранином
плп железным гематоксилином удается отлично. После фиксации
формалином наблюдается обратное: срезы очень хорошо окрашиваются гемалауном
п плохо сафранином и т. д. Однако имеет значение не только фиксация, но
и прочая предварительная обработка. Например,, длительное лежание в
спирте снижает способность к окраске, особенно в том случае, если из
корковой пробки в спирт попадут следы дубильной кислоты. Так же влияет
длительное хромирование, продолжительное декальцинирование и т. п.
611. Фиксация и предварительная обработка имеют большое значение
не только для успешного результата окраски,-'но и для ее стойкости. Так,
например, следы кислоты, оставшиеся на препарате из-за недостаточной
промывки, могут уже в течение короткого срока уничтожить на препарате
окраску чувствительными к кислоте красителями. Оставшиеся следы иода
могут быть вредны не только для окраски каменноугольными красителями,
но и гематоксилином (см. 572). Очень вредны также следы кислот, которые
могут остаться после мойки уже употреблявшихся предметных стекол
(см. 97):
612. Приготовление растворов красителей. Красители используются
большей частью в водных или спиртовых растворах. Отдельные детали
приготовления растворов будут приведены ниже, в прописях, относящихся к различным
красителям. Для приготовления водных растворов красителей следует
употреблять только чистую, дестиллированную воду с нейтральной реакцией*
Чтобы избежать развития плесени, к водному раствору красителя прибавляют
немного тимола, камфоры, формалина и т. п. Несмотря на это, часто
оказывается, что чистые водные растворы красителей через некоторое время
портятся.
Прибавление тимола вредно отражается на силе окраски некоторых
каменноугольных красителей (например, кристаллического фиолетового).
613. По Ван-Вальзему (1932) многие растворы красителей сохраняются
лучше при добавлении к раствору небольшого количества серебра в тонком
порошке (олигодинамическое действие).
614. Растворы толуидинового синего, метиленового синего и т. п.
Михаэлис рекомендует приготовлять следующим образом. Сначала готовят
насыщенный раствор красителя на дестиллированной воде; через 1—2 дня его
разбавляют равным объемом 90-градусного спирта и хорошо перемешивают.
Такие основные растворы очень хорошо сохраняются и интенсивно
окрашивают. Для окраски разбавляют несколько кубических сантиметров основного
раствора 20—50-кратным количеством воды.
Для приготовления спиртовых растворов красителей обычно берут
90—96-градусный спирт.
615. Во многих оригинальных работах даются, к сожалению, лишь
очень неточные количественные указания; например, количество указывается
в каплях, а не в кубических сантиметрах, или дается указание брать
«большее или меньшее количество на кончике ножа» и т. п. (по поводу
этого см. П. Майер, 1918). Нужно приучаться всегда работать стопными
количественными данными.
616. В некоторых случаях для увеличения силы окраски краситель
растворяют на анилиновой воде. Действие прибавления анилина основано, на
том, что анилиновая вода может растворить значительно больше красителя,^

150 - Глав.аХ
чем чистая дестиллированная вода. Унна (1910а) рекомендует для этой же
цели прибавлять к водному раствору тимен (Thymen).
617. Приготовление анилиновой воды. 5—10 см3 светлого химически
чистого анилина (аминобензол называется также анилиновым маслом)
энергично взбалтывают со 100 см3 дестиллированной воды и фильтруют через
смоченный водой фильтр. Анилин и его пары ядовиты.
.618. Очень важно употреблять хорошие, чистые красители. Нередко
встречаются подделки дорогих красителей, например орсеина.
Необходимо обращать особое внимание на происхождение каменноугольных
красителей, так как одноименные красители разных фабрик очень часто имеют
совершенно различные свойства.
619. В отношении чистоты наиболее употребительных гистологических
красителей имеются проведенные методом капиллярного анализа исследования
Буги (1938). Они показали, что со времени относящихся к этому вопросу
исследований П, Майера (1918) красители стали значительно чище. Многие
красители, ранее сильно загрязненные^ теперь совершенно чисты. В других же
весьма употребительных красителях до сих пор обнаруживаются хорошо
диффундирующие примеси, которые, повидимому, влияют на окраску. К таким
красителям относятся: азокармин, яркий черный, далия, малахитовый
зеленый, метиловый зеленый, нильский голубой сернокислый, оранжевый G,
трипановый синий и, кроме того, почти все красители, дающие метахро-
мазию.
620. Легко изменяющиеся растворы красителей следует хранить только
в склянках из лучшего стекла. Так, например, раствор триацида быстро
портится щелочью, переходящей в раствор из плохого стекла. Для таких
растворов лучше всего употреблять маленькие плоскодонные колбы из иен-
ского стекла. Однако еще лучше парафинировать стекло. Для этого в
нагретую склянку вливают немного расплавленного парафина (точка плавления
58—60°) и, вращая склянку, покрывают им всю внутреннюю поверхность,
затем избыток парафина сливают. После охлаждения склянку заполняют
раствором красителя. Склянка должна, конечно, хорошо закрываться (для
большинства случаев лучше резиновой пробкой). На этикетке следует
всегда указывать дату приготовления. Перед употреблением раствор
красителя обычно фильтруют.
621. Проведение окраски. Процесс окрашивания состоит в том, что при
окраске водными растворами срезы переносят из дестиллированной воды,
а при окраске спиртовыми из спирта надлежащей концентрации—в раствор
красителя. Когда окраска достигнет достаточной интенсивности, избыток
красителя удаляют из препарата путем промывки в соответствующей жидкости,
например в воде или спирте. В других случаях для восприятия красителя
срезы до окраски должны быть обработаны определенными жидкостями
(протрава). После окраски обычно следует дополнительная обработка, диффе-
ренцировка. Более, подробные указания о проведений окраски даны при
изложении специальных методов, окрашивания.
622. Для обучения, технике окраски нужно начинать с гемалауна и
других соединений гематоксилина. После приобретения известных навыков можно
переходить к различным методам окраски каменноугольными красителями.
623; В качестве стаканчиков для окраски обычно используют
стеклянные цилиндрические сосуды, изображенные на рис. 11 и 13 (см. 579). Для
отдельных предметных стекол, которые окрашивают в горизонтальном
положении налитым на них. раствором красителя, можно рекомендовать чашки
Петри или фарфоровые ванночки, по Гимза.
Заслуживают рекомендации капельницы новой формы (рис. 16), которые
допускают более равномерную и надежную дозировку, чем старые формы
склянок.. Чтобы предохранить трубочку для оттока от закупорки, после

Окраска
151
Рис. 16. Ка-
пельница.
употребления нужно отсосать из трубочки последние остатки жидкости,
приложив к ее отверстию полоску фильтровальной бумаги.
624. Дри употреблении дорогих красителей, для получения маленьких
камер для окраски, целесообразно применять рекомендуемые Левенштедтом
(1922) предметные стекла с отверстиями. На предметное стекло с наклеенным
препаратом накладывают второе предметное стекло с отверстием. Чтобы
предупредить просачивание жидкости между стеклами, их после обсушивания
слегка смазывают вокруг отверстия жиром. Затем в маленькую камеру
пипеткой или стеклянной палочкой помещают немного раствора красителя и
во избежание испарения накрывают ее большим покровным стеклом. Если
при окраске требуется нагревание, то камеру ставят в
термостат. Нагревание происходит очень быстро, так как жидкости
мало.
625. Для конечного результата окраски большое значение
имеет правильная последующая обработка окрашенного
препарата. Последняя состоит обычно в удалении избытка
красителя промывкой или дифференцировкой и в заключении
препарата в подходящую среду- В зависимости от характера
окраски в качестве среды для заключения используют
растворимые или нерастворимые в воде вещества с соответственно
высоким показателем преломления. Если, как это обычно
бывает, употребляют нерастворимую в воде среду, то препарат
до заключения нужно еще обезводить (подробности см.«
в гл. XII).
Таким образом, оказывается, что во многих случаях
окрашенный препарат должен пройти еще через ряд жидкостей,
которые нередко вредно действуют на окраску, вытягивая или
разрушая краситель. Наконец, в некоторых случаях не удается
избежать более или менее быстрого изменения окраски самой
заключающей средой.
Ряд окрасок проявляет все же большую устойчивость к последующей
обработке. К ним относятся, в частности, окраски гематоксилином, кармином
и искусственными протравными красителями, по Бехеру, на которые не
действуют ни вода, ни спирт. Напротив, ряд превосходных окрасок,
получающихся при употреблении каменноугольных красителей, очень чувствителен
к обезвоживанию спиртом. В этих случаях нужно пытаться свести действие
спирта к минимуму или использовать вместо него другие, менее вредные
жидкости (подробности см. 831—836, кроме того 850).
626. Фиксация окраски. Другой путь для длительного сохранения
окраски—это фиксация ее на срезе, то есть превращение в более или менее
нерастворимое состояние. Так, например, срезы, окрашенные метиленовым синим,
помещают на несколько часов в б^процентный водный раствор молибденово-
кислого аммония, затем несколько минут промывают и чере!з спирт (около
1 мин.) переносят в ксилол. Зафиксировайные таким способом препараты^
окрашенные метиленовым синим и частично подкрашенные хромотропом,
уже 30 лет сохраняются у меня неизмененными. Вместо молибденовокислого
аммония можно взять насыщенный раствор пикрата аммония (осторожно!
в сухом виде при нагревании легко взрывается). См. также 1935—1940
и 1945.
627. Шуберг промывает срезы, окрашенные основными красителями,
например далией, фуксином, метиловым зеленым и др., дестиллированной
водой: после этого помещает для фиксации на 3—5 мин. в 10-процентный водный
раствор таннина, вновь промывает водой, затем переносит на 3—5 мин.
в 2—3-процентный водный раствор рвотного камня и опять промывает
в воде. ,

152
Глава X
628, По Унна, устойчивость окрасок часто повышается от прибавления
к ксилолу и канадскому бальзаму тимена.
629f См. также фиксацию окрасок каменноугольными красителями
по 698, 787 и 1935—1940.
630. Восстановление способности к окрашиванию: Если ненарезанная
ткань в парафиновом блоке годами сохраняет свою способность к окраске
неизменной, то в парафиновых срезах, а еще более в мазках, она нередко
с течением времени начинает окрашиваться слабее. Для того, чтобы
восстановить утраченную способность к окраске, препараты на 30 мин. или дольше
помещают в 3-процентную перекись водорода. Затем промывают в проточной
воде. Еще активнее действует 10-процентный раствор бензоил-пероксида
в ацетоне (15 мин.). После этого промывка в ксилол—ацетоне (2 : 3), затем
спирт и вода. Выцветшие препараты после снятия покровного стекла также
можно перед повторной окраской обработать этим способом.
МЕТОДЫ ОКРАСКИ
Кармин и карминовая кислота
631. Для получения удачной окраски кармином большое значение имеет
его качество. П. Майер советует следующий простой способ испытания
кармина: а) небольшую пробу красителя растирают на предметном стекле в капле
кедрового масла и смотрят при малом увеличении, нет ли грубых примесей;
б) вторую пробу, смешанную с приблизительно одинаковым количеством
буры, растворяют в горячей дестиллированной воде, в которой не должно
остаться никакого осадка (без прибавления буры должны растворяться лишь
следы кармина); в) немного кармина помещают в пробирку и заливают 96-
градусным спиртом; он не должен растворяться даже при нагревании.
Карминовая кислота, напротив, в дестиллированной воде или
50-градусном спирте и без каких-либо добавлений должна дать прозрачный, не
имеющий осадков раствор. При прокаливании на платиновой пластинке она не
должна оставлять золы.
632. Область применения кармина. Время широкого употребления
кармина—красителя, впервые примененного для окраски растительной и
животной ткани (Гёпперт и Коон, 1849 и Корти, 1851), несомненно, прошло. Это
произошло, однако, не из-за ухудшения красителя, а вследствие того, что
в настоящее время во многих случаях мы можем заменить его более легкими
в работе синтетическими красителями, как, например, азокармином (см. 1489),
ядерным прочным красным (см. 743), кислотным ализариновым синим
(см. 748) и т. п.
Тем не менее, и в настоящее время существует ряд методов, при которых
очень рекомендуется применение кармина: например, для окраски кусочков,
для окраски ядер после реакции на железо с образованием турнбуллевой.
сини, после окраски жира хлорофиллом, после реакции на оксидазы, после N
импрегнации серебром, после декальцинирования, для выявления гликогена
и слизи, для прижизненной окраски и т. д. Новое значение для цитологии
приобретает этот краситель благодаря окраске карминуксусной кислотой
по А. Шнейдеру (см, 640). Очень четкую и чистую ядерную окраску дает
кармин по методам, предложенным Фигом (см. 637).
Из карминовых растворов следует особенно отметить спиртовый борный
кармин (для окраски цельных кусочков см. 634), литиевый кармин (для
прижизненной окраски, см, 636), кармин Беста (для окраски гликогена,
см. 1103) и муцикармин (для окраски слизи, см. 2025). Для окраски же ядер на
срезах лучше применять приготовляемые из карминовой кислоты квасцовый
кармин (см. 642) или паракармин (см. 643); оба эти раствора вполне можно

Окраска
153
рекомендовать и для окраски цельных кусочков. Для окраски ядер в
черно-синий и сине-фиолетовый тона на нервом месте стоит хромовоквасцовый
кармин (см. 637) и кармин с сернокислым алюминием (см. 638).
633. Изоэлектрическая точка кармина, при которой он практически
нерастворим, лежит при pH 4,07—4,5. При очень кислой реакции или же при
прибавлении калийных квасцов или сернокислого алюминия кармин
переходит в раствор, как электроположительно заряженное тело, и красит тогда
как основной краситель заряженные сильно отрицательно клеточные ядра,
а также гиалиновый хрящ и слизь. Наоборот, при слабощелочной реакции
кармин растворяется как электроотрицательно заряженное тело и
окрашивает все составные части тканей более или менее диффузно; лишь при
последующей дифференцировке в очень кислом растворе ядра выделяются
на обесцвеченном фоне, так как теперь они окрашиваются
перезарядившимся положительно заряженным кармином (Секи, 1933а).
Тот факт, что большинство карминов, и особенно литиевый и борный,
после формалиновой фпксащш дают плохие результаты, Секи (1933а)
объясняет одинаковым знаком заряда ткани и раствора. Бели же ткани приобрели
при фиксации в спирте, пикриновой кислоте, трихлоруксусной кислоте,
бихромате калия и т. п. заряд, противоположный заряду красителя, то
названные карминовые растворы окрашивают очень хорошо. :
РАСТВОРЫ С КАРМИНОМ
634. Окраска спиртовым раствором борного кармина. 2—3 г лучшего
кармина тонко растереть в ступке с 4 г буры и растворить в 100 см3
дестиллированной воды при медленном кипении. После охлаждения прибавить
100 сле3.70-градусного спирта и смесь оставить стоять на несколько недель,
часто взбалтывая, а затем отфильтровать ее от осадка.
Раствор красителя служит прежде всего для окраски цельных кусочков.
Препараты после фиксации и основательной промывки поступают
из.70-градусного спирта на 1—3 дня в раствор красителя. После полной прокраски
(контролируется надрезом) кусочки для дифференцировки переносят без
соприкосновения с. водой в 70-градусный спирт, на 100 см3 которого
прибавляют 0,25—0,5 см3 чистой соляной кислоты. Спирт многократно сменяют,
и кусочки, вначале темносине-красные, оставляют в нем до тех пор, пока они
не перестанут отдавать облачка краски (чаще всего от 1 до 3 дней). Затем
яркие карминово-красные кусочки промывают в 70-градусном спирте и через
ряд спиртов проводят в парафин или целлоидин. Обработка подкисленным
спиртом очень важна, так как лишь после нее окраска ограничивается ядрами
(см. также 633). Для этой окраски, дающей четкое окрашивание хроматина,
особенно пригоден материал, фиксированный сулемой.
Водный -раствор борного кармина рекомендовать нельзя, так как он
легко мацерирует.
635. Окраска метилкармином по Шварцу (1933). 4 г кармина и 4 а
буры в 200 см3 дестиллированной воды кипятят, по меньшей мере, 1 час и при
этом выпаривают раствор до 50 см3. После охлаждения дополняют до 100 см3
водой и медленно, при постоянном побалтывании, прибавляют 100 см3
абсолютного метилового спирта. Через несколько дней раствор
отфильтровывают; при этом не должно оставаться сколько-нибудь значительного
осадка. Дифференцируют в 0,5—1-процентном солянокислом спирте
(50-градусный).
636. Окраска литиевым кармином по Орту. Растворяют 2,5 г кармина
при 10—15-минутном нагревании на водяной бане в 100, см3 насыщенного
на холоду водного раствора углекислого лития (см. ниже). Перед
употреблением фильтруют. Окраска срезов—2—5 мин. Затем дифференцировка
/

1^
Глава 'X
в 0,5-^1-лроцентном солянокислом спирте, основательная промывка в воде
и т. д.
Раствор окрашивает интенсивно и быстро; часто дает отличные
результаты даже на препаратах, которые из-за неподходящей фиксации плохо окра-
шиваются другими карминами. Однако для тотальной окраски нежных
объектов этот кармин мало подходит, так как вследствие содержания сильной
щелочи часто оказывает мацерирующее действие. Для приготовления расг
твора углекислого лития берут 1 а соли на 100 см3 воды.
Литиевый кармин служит, прежде всего, для прижизненной окраски
(см. 770).
637. Очень ясную и чистую окраску ядер в темный черно-синий тон
дает предложенный Фигом (1928) хромовоквасцовый кармин.
Приготовление: в 100 см3 горячей дестиллированной воды растворяют 6 г чистых
хромовых квасцов, добавляют 1 г кармина^ помешивают 15 мин., кипятят
и после охлаждения фильтруют. Прибавляют тимол. Темносиний раствор
красителя может долго сохраняться. Окраска: срезы из
дестиллированной воды переносят на 0,5—12 час. в раствор красителя. Перекрашиваются
препараты редко. После достижения достаточно интенсивной
окраски—основательная промывка в дестиллированной воде, спирт, ксилол, бальзам.
Результат: хроматин ядер окрашен в удивительно чистый и резкий черно-
синий цвет, остальная ткань—h нежный сине-фиолетовый. Окраска удается,
между * прочим, после фиксации пикриновокислыми и сулемовыми смесями.
После простой формалиновой фиксации она получается лишь в том случае,
если объект перед спиртовой обработкой был основательно промыт водой.
Фиксация жидкостью Флемминга не годится.
При перекраске возможна дифференцировка в 0,5-процентном
солянокислом спирте. Дополнительное подкрашивание эритрозином,
эозин—оранжевым или тиазиновым красным—пикриновой кислотой, по 710, дает очень
красивые препараты. Эти подкраски сохраняются лучше, чем дополнительная
окраска кислотным фуксином—пикриновой кислотой, рекомендуемая* Фигом.
638. Сходно окрашивает кармин с сернокислым алюминием по Фигу
(1928). Красящий раствор приготовляется так же, как в 637, только вместо
хромовых квасцов берется равное количество чистого сульфата алюминия.
Способ окраски такой же, как в 637. И в этом случае перекраска наступает
с трудом.-Результат: очень чистая ядерная окраска сине-фиолетового
тона, остальная ткань имеет бледнокрасный оттенок. Возможна
дополнительная окраска по 637.
639. Окраска квасцовым кармином по Гренахеру (1879). Растворяют 3—
5 г калийных или аммиачных квасцов в 100 см3 дестиллированной воды,
прибавляют 2 г кармина и непрерывно кипятят в течение 1 часа (П. Майер,
1892). После охлаждения фильтруют и добавляют 1 см3 формалина. Окрас-
к а: срезы из дестиллированной воды помещают на 0,5—24 часа в краску, /
а затем промьГвают в дестиллированной воде до тех пор, пока не перестанут
отходить облачка краски.. Для окраски кусочков он менее пригоден.
Результат: резкая,, чистая окраска ядер.
640. Окраска карминуксусной кислотой по Шнейдеру. Смешивают 45 см3
ледяной уксусной кислоты с 55 см3 дестиллированной воды и прибавляют
4—5 а кармина в порошке. Затем 30—60 мин. кипятят на малом огне
с обратным холодильником или с дефлегматором длиной в 1 л*. После
полного охлаждения насыщенный тёмнокрасный раствор фильтруют. Избыток
кармина, оставшийся на фильтре, можно высушить и использовать снова.
В хороша закрытом виде раствор сохраняется неограниченно долго. Перед
употреблением из запасной склянки берут небольшое количество краски
в капельницу. Для окраски свежий нефиксированный материал быстро
распределяют тонким слоем и покрывают 1—2 каплями раствора красителя.

Окраска
155
Окраска обычно требует 1—2 мин.; затем материал исследуют, но не
в воде, а в растворе красителя, который в случае подсыхания добавляют
(см. также 927).
Наклеенные парафиновые срезы также можно окрашивать карминуксус-
ной кислотой. Для этого освобожденные от парафина срезы покрывают
раствором красителя и 1—2 мин. легко подогревают над пламенем, не
доводя до кипения. Затем после охлаждения быстро споласкивают в воде
и через 96-градусщлй, абсолютный спирт и ксилол переносят в бальзам
(Миловидов, 1938).
641. Беллинг кипятит кармин в 50-процентной уксусной кислоте и после
охлаждения и фильтрации прибавляет несколько капель гидроокиси железа
(растворенной в 50-процентной уксусной кислоте). Чем больше ее прибавляют,
тем темнее и синее становится краска. Препараты можно изучать в растворе
красителя. Если их окантовать, по 819 или 820, или же заключить
аналогично 815, то они могут некоторое время сохраниться.
РАСТВОРЫ С КАРМИНОВОЙ КИСЛОТОЙ
642. Окраска квасцовым кармином по П. Майеру (1892). В 200 см8
дестиллированной воды растворяют при нагревании 10 г калийных квасцов
и затем 1 г карминовой кислоты. После охлаждения фильтруют и прибавляют
для предохранения от плесени 0,2 а салициловой кислоты или 1 см3
формалина. Срезы из дестиллированной воды переносят на 15 мин. в раствор
красителя и после этого 2—3 мин. промывают в дестиллированной воде.
Если нужно подавить незначительную подкраску протоплазмы, то препарат
погружают после окраски на несколько секунд или минут в
0,5—1-процентный водный раствор квасцов. Затем основательная промывка в воде.
Результат: интенсивная, почти чистая окраска ядер. >
Для окраски кусочков объекты переносят на 24—48 час. в раствор
красителя. Если желательно получить чистую ядерную окраску, то после этого
препарат в течение 12—24 час. экстрагируют 1-процентным раствором
квасцов и столько же времени промывают в воде.
Осаждение красителя в старых растворах замедляется прибавлением
10% древесного уксуса (Бресслау, цит. по П. Майеру, 1920). Окрашивающая
способность при этом сохраняется дольше.
643. Окраска паракармином по П. Майеру (1892). При осторожном
нагревании растворяют в 100 см3 70-градусного спирта 1 г карминовой кислоты,-
0,5 г хлористого алюминия и 14 г хлористого кальция. По охлаждении дают
осесть и фильтруют. Срезы поступают в растЬор красителя из
дестиллированной воды или 70-градусного спирта. Через 15—30 мин. промывка в
70-градусном спирте, обезвоживание и т. д. Результат: чистая ядерная окраска
на несколько более светлом фоне, чем в случае квасцового кармина.
Раствор сохраняется долго. Я получал прекрасные результаты даже
с раствором 10-летней давности.
Окраска цельных кусочков в течение 24—48 час. Затем столь же
длительная промывка в 70-градусном спирте; последний можно подкислить,
прибавив, например, на 100 см3 спирта 2,5 см3 ледяной уксусной кислоты.
Крауэе (1911) разбавляет приведенный выше концентрированный раствор
паракармина 5—10-кратным объемом 70-градусного спирта и прибавляет
на 100 см3 2 капли уксусной кислоты.
644. По П. Майеру (1892) объекты, подлежащие окраске Квасцовым
кармином или паракармином, не должны иметь щелочную реакцию или
содержать много кальция, ибо в этих случаях образуются осадки
красителя. Тонкие скелетные части, известковые иглы и т. п. нужно растворить.
При перекрашивании и для получения чистой ядерной окраски отмывЯк^

156
Глава X
в 2-процентной уксусной кислоте (на '70-градусном спирте); затем кислоту
удаляют 70-градусным спиртом или водой.
Паракарминовый раствор употребляют, между прочим, в том случае,
когда нужно избежать соприкосновения объекта с водными растворамиг
например при выявлении секреторных гранул в слизистых железах.
В большинстве случаев ему следует предпочесть более четко
окрашивающий квасцовый кармин.
645. Кошениль в настоящее время очень мало применяется для
гистологических окрасок. Из различных методов ее применения можно назвать коше^
ниль с железными квасцами по Шпулеру (1926); этот метод дает хорошие
результаты при окраске цельных кусочков. Другой метод см. 2417.
Приготовление: 40 а лучшей кошенили тонко растирают в ступке
и 20 мин.- кипятят в 250 см3 дестиллированной воды. После охлаждения
фильтруют и осадок второй раз кипятят со 150 см3 воды. Второй фильтрат
присоединяют к первому и затем выпаривают до 200 см3. После охлаждения
прибавляют 96-градусный спирт до тех пор, пока не наступит выпадение
осадка (нужно около 300 см3 спирта); после осаждения отфильтровывают,
фильтрат выпаривают до 400 см3 и прибавляют к нему немного тимола.
Для окраски кусочков раствор красителя разбавляют вдвое
дестиллированной водой. Кусочки, толщина которых не должна превышать 0,5 см
(эмбрионы толщиной до 1,5 см)у поступают из дестиллированной воды
в раствор красителя (при 37°). Затем их споласкивают дестиллированной
водой и переносят в 0,75-процентный раствор железных квасцов, который
постепенно доводят до 1-процентного. Кусочки вскоре чернеют; в
зависимости от величины их оставляют в растворе 1—3 дня, затем 1—2 дня
промывают дестиллированной водой, а затем обрабатывают обычным образом.
Результат: клеточные границы, замыкающие пластинки,
мускульные волокна, протоплазматические структуры и т. д. четко окрашиваются
в черновато-фиолетовый тон. При работе со срезами сроки сокращаются до
часов. Небольшие количества щелочи очень вредно отражаются на
результате.
Подробности методов окраски кошенилью см. Шпулер, 1926.
Окраска с гематоксилином
646. Гематоксилин, введенный в микротехнику Вальдейером (1882),
положил начало разработке ценнейших методов окраски. Этот краситель
получается посредством эфирной вытяжки из кампешевого дерева; он
представляет собой бесцветные кристаллы, растворимые в воде, глицерине и спирте.
647. Красящие растворы, приготовленные из гематоксилина,
приобретают свою способность к окрашиванию обычно лишь через некоторое время:
они должны «созреть». Под «созреванием» понимают превращение
гематоксилина в. гематеин, которое происходит в результате окисления
гематоксилина путем отдачи 2 атомов водорода. Таким образом, гематеин, большей
частью в соединении с глиноземом, и является собственно действующим веще-
стом при окраске (П. Майер, 1915 и ранее). Прибавляя к гематоксилину
сильные окислители, например йодистый калий, перекись водорода или
марганцовокислый калий, можно значительно ускорить процесс окисления, который
бее этого требует нескольких недель.
При дальнейшем окислении из гематеина образуются высшие степени
окисления, так называемые оксигематеины, которые, наконец, переходят
в грязнокоричневые малоценные продукты.
64Я. Гематоксилин представляет собой краситель, имеющий лишь
слабый отрицательный заряд. При переходе в продукты окисления, гематеин и
оксигёматеин, отрицательный заряд возрастает. Изоэлектрическая яочка

Окраска
157
гематеина лежит при pH 6,5. При образовании лака под влиянием таких
электролитов, . как железные или калийные квасцы, происходит сильная
положительная перезарядка красителя. Железные и квасцовые лаки>
имеющие сильный положительный заряд, красят прогрессивно, как основные
каменноугольные красители. Подробности см. Секи (1933Ь).
649. Гематеин имеется в продаже в виде Hämateinum cristallisatjim.
В прежние годы, когда техника искусственного созревания, была еще слабо
развита, гематеин был очень.употребителен, так как приготовляемые из него
растворы можно сразу использовать. Недостаток его состоит в том, что
имеющиеся в продаже препараты неоднородны; наряду с малоокисленными црепа-
ратами, растворы которых нуждаются в последующем дозревании, попадаются
иногда и слишком сильно окисленные, которые приводят к
преждевременному перезреванию растворов. Поэтому следует предпочесть рекомендуемое
П. Майером искусственное созревание гематоксилинового раствора при
помощи NalOg, так как прп этом всегда получается однородный раствор.
КВАСЦОВЫЕ ГЕМАТОКСИЛИНЫ
650. Из многочисленных красящих растворов, приготовляемых из
гематоксилина, в дальнейшем будут приведены лишь важнейшие и наиболее
употребительные (литературу; о гематоксилине см. П. Майера и Роста, 1904).
Особенно рекомендуется кислый гемалаун по П. Майеру и кислый раствор
гематоксилина по Эр лиху (1886).
Для разбавления растворов, приготовляемых с квасцами, нужно
употреблять лишь 2-процентный раствор квасцов или дестиллированную воду.
Другие гематоксилиновые растворы разбавляют дестиллированной водой.
651. Вполне можно рекомендовать начинающим предложенный П.
Майером превосходный кислый гемалаун. Он может быть использован сразу после
приготовления, дает чистую интенсивно синюю окраску ядер и к тому же
первое время не легко перекрашивает.
Приготовление: 1а гематоксилина растворяют в 1000 смв
дестиллированной воды, прибавляют 0,2 а иодноватокислого натрия (NaJOg,
только не NaJ!) и 50 а химически чистых калийных квасцов. Обе соли
растворяют при многократном помешивации; при этом раствор принимает
фиолетово-синюю окраску. Затем добавляют к раствору 50 а хлоралгидрата и 1 а
кристаллической лимонной кислоты; после чего раствор становится
фиолетово-красным. Красящий раствор при хранении в хорошо закрытом сосуде
из иенского стекла может долго оставаться годным для употребления.
Срезы поступают из дестиллированной воды на 4—6 мин. в краску,
пока не окрасятся хорошо ядра (контролировать). Затем промывка (минимум
10 мин.) в часто сменяемой или проточной обычной воде, после этого темно-
синий тон проявляется с полной интенсивностью.
Результат: ядра яркосиние, хрящ темносиний, остальные ткани
или не окрашены, или слабо серо-синие.
После кислого гемалауна нужно обращать особое внимание на
основательную, тщательную промывку препаратов, так как неудаленные остатки кислоты
вредны для окраски.
Более старые, слишком быстро окрашивающие растворы при известных
условиях разбавляют 2-процентным раствором калийных квасцов или
дестиллированной водой.
Подноватокислый натрий и цодистый натрий можно различить по их
гззшенпю к абсолютному этиловому спирту. Иодноватокислый натрий
NaJOs, Natrium jodicum, иодат натрия) нерастворим в абсолютном
этиловом еппрте, йодистый натрий (NaJ, Natrium jodatum, иодид натрия)
растворяется в абсолютном этиловом спирте почти до 40%.

158
Глава X
652. Кислый,гемалаун вполне применим и для окраски целых кусочков.
В этом случае окрашивают 24—48 час, затем промывают дестиллированной
водой и, наконец, простой водой (всего 24—48 час).
653. Гемалаун дает превосходную чистую ядерную окраску и по старой
прописи П. Майера (1891, 1892). Благодаря простоте приготовления и
хорошей хранимости он особенно рекомендуется для целей преподавания.
Приготовление: при.слабом нагревании (не перегреть!) растворяют 1 г гема-
теина в 50 см3 96-градусного спирта; растворяют 50 г калийных квасцов
в 1 л дестиллированной воды. Оба раствора сливают, фильтруют и прибавляют
тимол. Срок окраски 5—10 мин., затем, как обычно, промывка ö обычной
воде.
654. Гемалаун иногда выпускают в форме готового к употреблению
порошка. 10 г порошка растворяют в 200 см3 горячей дестиллированной воды
и, остудив, фильтруют.
655. Лучше всего окрашивать гемалауном прогрессивно (см. 604), так
как при перекраске гемалауном или другими растворами гематоксилина
простая промывка в воде не помогает. Поэтому время от времени состояние
окраски нужно контролировать; для этого срез вынимают из краски,
споласкивают в обычной воде и рассматривают под микроскопом. Если
желаемая интенсивность окраски достигнута, то ее прерывают. В
противном случае, срез возвращают обратно в краску.
656. Перекраску можно устранить, помещая препарат в слабую кислоту
(например, в Од-процентную соляную кислоту). Тогда срезы становятся
красноватыми и теряют окраску. По достижении надлежащей степени окраски
нужно очень тщательно промыть их в обычной воде, так как даже малейшие
оставшиеся следы кислоты постепенно разрушают окраску. Целесообразно
после этого перенести срезы еще в 70-градусный спирт, к которому
прибавлено немного бикарбоната натрия или аммиака (около 0,1%). Лучше же всего
просто избегать перекраски.
657. При желании получить совершенно чистую ядерную окраску срезы
после окраски переносят на короткий срок в 0,1—1-процентный раствор
квасцов и затем тщательно промывают в проточной воде. Квасцовый раствор
используют и при исправлении перекраски.
658. Гвоздичное, бергамотное и скипидарное масла вредно влияют на
сохранность окраски гемалауном и поэтому их следует избегать при
последующей обработке препарата.
659. Двойная окраска гемалаун—эозином. Очень часто ядерную окраску
гемалауном соединяют с дополнительной окраской (окраска цитоплазмы)
эозином или эритрозином (обычно в 0,1-процентном водном растворе; см.
также 660). Для проведения окраски препараты, окрашенные кислым
гемалауном по 651, основательно промывают и помещают на 3—5 мин. или болыйе
в раствор красителя. Продолжительность окраски зависит, помимо
концентрации раствора красителя, от лучшей или худшей окрашиваемости препарата;
последняя, в свою очередь, обусловливается, между прочим, характером
фиксации. Так как часть краски при последующей обработке снова
вытягивается (в воде и в слабых спиртах больше, чем в сильных), то окрашивать
нужно сильнее, чем должен быть окончательный тон. Если срезы достаточно
сильно окрашены, то избыток красителя отмывают в воде; затем ряд спиртов,
ксилол, бальзам (см. также 823). Р е з'у л ь т а т: ядра и хрящ—синие,
все остальное окрашено в различные градации красного тона. Эритроциты
после фиксации в жидкости Ценкера и т. п. оранжево-красные.
Начинающие часто склонны перекрашивать эозином, ошибочно считая,/
что этим достигается более четкое разделение структур. В действительности^
однако, при слишком густой окраске препарат становится грязным и
нечетким. Таким образом, нужно избегать слишком сильной окраски и устранять

Окраска
159
избыток красителя посредством достаточно длительного извлечения его водой
плп 70-градусным спиртом. При дифференцировке составные части тканей
отдают эозин с различной скоростью. Дольше всего удерживают
краситель эозинофильные гранулы, желточные пластинки, ядрышки и
эритроциты. * ,
Если кислотный краситель, используемый для дополнительной окраски
(например, эозин, оранжевый или другой из названных в 660—665 красителей),
воспринимается плохо, то раствор красителя подкисляют слабой уксусной
кислотой (не более 1 капли на 100 см3 раствора), так как более сильное под-
кисление может ослабить окраску гематоксилином. Слабое же подкисление
не вредит.
660. Эозин можно получать различных марок (растворимый
в спирте; AG extra, растворимый в воде; ВА extra синеватый; желтоватый;
иодэозин; эритрозинидр.). Обычно его употребляют в 0,1-процентном водном
растворе. Я лично чаще всего попользую эритрозин в 0,1-процентном растворе;
он имеет более яркий красный цвет и желтоватый оттенок в нем меньше, чем
во многих эозинах.
Домагк из всех эозинов рекомендует в качестве наиболее светоустойчи-
вого стандартизированный растворимый в спирте эозин (см. 618) в
0,1-процентном водном растворе.
При испытании я обнаружил, что раствор этого красителя после
ряда фиксаций красит лишь в том случае, если его немного подкислить
по 659.
661. Матис (1937) производит часто применяемую подкраску
эозин—оранжевым следующим образом (см. также 726): препарат, интенсивно окрашенный
гемалауном, после основательной промывки в воде сперва сильно
перекрашивают в крепком растворе эозина и сразу после этого дифференцируют, под
контролем микроскопа в растворе оранжевого. Приготовление
раствора оранжевого. 10 капель насыщенного водного раствора
оранжевого G смешивают с 10 см3 96-градусного, спирта. Дифференцировка
обычно идет быстро. Окраска применима как к парафиновым, так и
целлоидиновым срезам.
662. Очень устойчивы к свету красные подкраски ядерным прочным
красным или азофлоксином (Андерс, Домагк, 1933). Эти красители очень
рекомендуются не только после квасцовых гематоксилинов, но и после железного
гематоксилина.
663. Ядерный прочный красный употребляется для окраски протоплазмы.
Растворяют 0,1 г красителя в 100 см3 дестиллированной воды и подкисляют
■'дной каплей ледяной уксусной кислоты. Продолжительность окраски
; бычно 5—10 мин. Затем промывка в воде, ряд спиртов и т. д.
664. Азофлоксин употребляют в 0,05-процентном водном растворе. Перед
использованием слабо подкисляют ледяной уксусной кислотой (1 капля на
100 см3 раствора красителя). Продолжительность окраски 5—10 мин.,
затем вода, ряд спиртов и т. д. Окраска азофлоксином по сравнению
ядерным прочным>_красным дает красный цвет с более желтоватым
гтенком. " ' ч
665. К старым красителям для дополнительных окрасок после гемалауна
гг. особенно, после железного гематоксилина относятся кислотный фуксин
рукспн S); рубин S, оранжевый G, световой зеленый. Обычно употребляются
.5—1-процентные водные растворы или растворял, приготовленные по 614;
z:: леднпе хорошо сохраняются. Перекраска легко выправляется отмыв-
гч z з воде. Хорошие результаты дает также хромотроп 2R, который
. пгтгебляется в спиртовом растворе (0,1 г в 100 см3 96-градусного
;;ярта —1 капля ледяной уксусной кислоты). Эти двойные окраски со-""
-£аняются очень хорошо.

160
Глава X
Другие квасцовые гематоксилины для выявления ядер
666. Окраска кислым гематоксилином по Эр лиху (1886). Растворяют 2 г
гематоксилина в 100 см3 96-градусного спирта и прибавляют 100 см3
дестиллированной воды, 100 см3 чистого глицерина, 3 г калийных квасцов и 10сл*а
ледяной уксусной кислоты. До употребления вначале светлокрасный раствор
должен созревать около 14 дней в сосуде, прикрытом бумажным колпачком,
при частом взбалтывании, пока он не примет тёмнокрасный тон. При
хранении в хорошо закрытом сосуде раствор остается годным в течение
длительного времени.
Окраска производится, как в 651. Срезы, извлеченные из краски, имеют
красный цвет и синеют лишь в обычной воде, что нужно учитывать при
испытании окраски. После окраски уксусная кислота должна быть очень тщательно
удалена промывкой в проточной вод^. После промывки срезов в воде в течение
нескольких минут их необходимо погрузить на короткий срок в воду со
слабым раствором аммиака и затем снова промыть водой.
Гематоксилин Эрлиха отличается очень четкой темносиней окраской
ядер. Прибавление уксусной кислоты снижает опасность перекраски и
повышает устойчивость раствора красителя. Если при изготовлении раствора
вместо гематоксилина взять 0,25—0,5 г гематеина, то отпадает необходимость
оставлять его для созревания. Раствор сразу готов к употреблению. Можно,
однако, и искусственно вызвать созревание гематоксилинового раствора,
прибавив NaJOg по 651.
Гематоксилин Эрлиха очень хорош также для окраски желатиновых
замороженных срезов, так как подкрашивает желатину меньше, чем другие
гематоксилины.
667. Такой же раствор, но без прибавления уксусной кислоты,
представляет собой менее устойчивый гематоксилин Фридлендера. Без него, а также
без квасцовых гематоксилинов, предложенных Бёмером и Апати, можно
обойтись.
668. Окраска гематоксилином Делафильда (Прудден, 1885). В 25 см3
абсолютного спирта растворяют 4 г гематоксилина и прибавляют этот
раствор к 400 см3 насыщенного водного раствора аммиачных квасцов (т. е. 40 г
аммиачных квасцов на 400 см3 дестиллированной воды). Через 3—4 дня,
в течение которых жидкость оставляют открытой и на свету, ее фильтруют
и вливают по 100 см3 глицерина и метилового спирта. Через несколько
дней жидкость снова фильтруют. Этот запасной раствор сохраняется
хорошо. Окрашивают обычно 4—24 часа в сильно разведенном растворе
(при 4—5-часовой окраске берут, например, 0,5 см3 на 50 см3
дестиллированной воды). Затем промывка в простой воде.
669. Окраска квасцовым гематоксилином по Ганзену (1895). Вследствие
малого содержания квасцов в нем, кроме ядер, окрашиваются в серо-
синий тон и другие части препарата несколько сильнее, чем в гемалауне.
Поэтому при известных условиях от дополнительной окраски можно
отказаться.
Приготовление раствора: а) 1 г гематоксилина растворяют
в 10 см3 абсолютного спирта (раствор а); б) 20 а калийных коасцов растворяют
в 200 см3 теплой дестиллированной воды; после охлаждения фильтруют
(раствор б); в) 1 г марганцевокнслого калия растворяют в 16 см3
дестиллированной воды (раствор в). На следующий день смешивают в фарфоровой
чашке при помешивании растворы а и б, медленно прибавляют точно 3 см3
раствора в (отмерить измерительной пипеткой) и подогревают при
постоянном помешивании до кипения.
30—60 сек. оставляют кипеть (не дольше!), быстро остужают и
фильтруют. - ' • .

Окраска
161
Благодаря прибавлению марганцевокислого калия гематоксилин
окисляется в гематеин. 1 г гематоксилина требует точно 0,177 г
марганцевокислого калия.
670. Унна (1891) берет для ускорения окисления перекись водорода,
Гаррис (1898)—красную или желтую окись ртути (см.также 2045).
ЖЕЛЕЗНЫЕ ГЕМАТОКСМЛИНЫ ДЛЯ ОКРАСКИ ЯДЕР
И ПРОТОПЛАЗМАТИЧЕСКИХ СТРУКТУР
671. В то время, как приведенные выше гематоксилиновые растворы
при правильном применении давали главным образом чистую окраску хрот
матина, нижеследующие растворы гематоксилина окрашивают еще и многие
другие составные части тканей.
672. Окраска железным гематоксилином по М. Гейденгайну (1892,
1894, 1896, 1917). При этом ценном необычайно многостороннем методе ткани
сперва протравляют в растворе железных квасцов; в зависимости от свойств
тканей они воспринимают квасцы с различной интенсивностью. При
последующем действии гематоксилинового раствора образуется черный железно-
гематеиновый лак, который при следующей за этим экстракцией в разной
степени удерживается отдельными элементами тканей.
Приготовление растворов.
а. Раствор железных квасцов. Без нагревания растворяют 10 г светло-
фиолетовых кристаллов железных квасцов в 100 см3 дестиллированной воды.
Этот основной раствор для употребления разбавляют в различной степени
(см. ниже). Желтые, выветрившиеся кристаллы не годятся (синонимы
железных квасцов: железноаммиачные квасцы, сернокислый окисно-железный
аммиаь, ферриаммиачный сульфат).
б. Раствор гематоксилина. 0,5 г гематоксилина растворяют в 10 см9
96-градусного спирта и разбавляют 90 см3 дестиллированной воды. Раствор
должен 4—5 недель созревать при доступе воздуха. Перед употреблением
его разбавляют равным количеством дестиллированной воды. После окраски
раствор профильтровывают и повторно употребляют; со временем он
становится даже лучше.
Если в запасе нет зрелого раствора, то с помощью NaJ03 можно вызвать
искусственное созревание по 651 (на 0,5 г гематоксилина точно 0,1 г NaJOs).
^ Проведение, окраски.
а. Предварительная обработка. Срезы поступают из дестиллированной
воды в 2,5-процентный раствор железных квасцов, который приготовляют
из основного раствора, разводя его дестиллированной водой, 3—12 час.
или дольше.
б. Окраска. После основательного ополаскивания в дестиллированной
воде срезы поступают в разбавленный раствор гематоксилцна, 1—36 час
в. Дифференцировка. Срезы помещают в раствор железных квасцов, слу-.
живший для предварительной обработки, в котором черные, как смола, срезы
очень скоро отдают много краски. Время от времени степень
дифференцировки контролируют (если нужно, под водной иммерсией), предварительно
споласкивая срезы в большом количестве обычной воды, чтобы прервать диф- ■
ференцировку. Чем дальше продвигается дифференцировка, тем чаще нужно
ее контролировать. В известных условиях перед концом процесса его
замедляют, употребляя сильно разведенный раствор железных квасцов
(например, 0,5-процентный). Когда достигнута надлежащая степень окраски, сревы
хорошо промывают в проточной или часто сменяемой воде в течение 15—
60 мин.
Результат: учитываемые при диффёренцировке структуры (хромат-
тин, ядрышки, клеточные гранулы, митохондрии, центросомы, определенные '
11 Б. Ромейс

162
Глава X
части поперечнополосатой мускулатуры и др.) выступают исключительно
четко и красиво, но во избежание ложных заключений требуется тщательный
анализ, так как при этом методе могут сходно окраситься самые раэнообрав-
ныа вещества.
При последующей обработке препаратов, окрашенных железным
гематоксилином, нужно избегать эфирных масел, так как* они повреждают
окраску.
О дифференцировке с помощью фосфорновольфрамовой кислоты см. 1654.
673. Для выявления тончайших плотно лежащих структур
целесообразнее пользоваться срезами толщиной 3—5 р.. Для обзорных препаратов,
напротив, можно употреблять срезы толщиной 10—15 р.. Так как белок сильно
подкрашивается железным гематоксилином, то лучше всего наклеивать
срезы водой. Во всяком случае, нужно наносить при наклейке очень тонкий слой
белка.
Для окраски железным гематоксилином целлоидиновых срезов их лучше
всего наклеить, а целлоидин растворить (см. 557), так как он сильно
подкрашивается и даже при длительной дифференцировке удерживает довольно
темный коричневый тон. Растворять целлоидин нужно до протравы в железных
квасцах, так как иначе он становится трудно растворимым.
Выявление отдельных структур можно до известной степени облегчить
предварительной обработкой препарата. Так, например, окраска центросом"
удается легче, если срезы (лучше всего фиксированные в растворах, содержа- .
щих сулему) перед окраской железным гематоксилином предварительно
окрасить 0,1-процентный раствором бордо R. После такой окраски в
дальнейшем цитоплазма и ядра дифференцируются быстрее, чем центросомы.
674. Железным гематоксилином можно окрашивать такще и
прогрессивно. Для этого предварительно протравленные препараты держат в
гематоксилине лишь до тех пор, пока не будет достигнута желательная окраска.
Затем основательная промывка в простой воде; спирт, ксилол, бальзам.
675. На материале, фиксированном осмием, почернение, обусловленное
осмиевой кислотой, в известных условиях может помешать окраске железным
гематоксилином. В этом случае рекомендуется до протравы железными
квасцами отбеливать препараты (см. 983 или 1013).
676. От дополнительной окраски препаратов, окрашенных железным
гематоксилином, во многих случаях приходится отказаться, так как фон
обычно и так уже несколько подкрашен и при дополнительной подкраске
четкость препаратов част.о снижается. Если все же желательна более'сильная
подкраска цитоплазматических структур, волокнистых структур и т. п.,
то препараты, окрашенные железным гематоксилином, можно после промывки
перенести еще на 5—10 мин. или более в 0,1-процентный водный раствор
рубина S (кислотного фуксина, оранжевого G, светового зеленого и т. п.).
Затем споласкивают в 50-градусном спирте и т. д. Очень четкая стойкая
подкраска, особенно волокнистых структур (соединительная ткань, базальная
мембрана), получается на срезах, протравленных железными квасцами (!)
при употреблении бензо-светового бордо. Для этого 1 г красителя
растворяют в 100 см3 96-градусного снирта (Гейденгайн, 1926).
677. Окраска ядер железным гематоксилином Вейгерта. Раствор а: 1 г
гематоксилина в 100 см3 96-градусного спирта. Раствор б: 4 см3 раствора
полуторахлористого железа, 1 см3 аптечной соляной кислоты, 95 см3
дестиллированной воды (или 1,16 г хлористого железа, 98 см3 дестиллированной
воды и 1 см3 аптечной соляной кислоты). Непосредственно перед
употреблением смешивают равные количества растворов а и б. Указанные растворы
можно хранить годами, тогда как смесь портится приблизительно через 8 дней.
Поэтому всегда смешивают лишь небольшие количества (5—10 см3), которые
лучше всего держать в капельнице (см. 623). ,

Окраска
Препараты, взятые из дестиллированной воды/ кладут для окраски го-
ггзонтально й покрывают несколькими каплями раствора красителя. ЧереБ;
1—2 мин. промывают в проточной воде. При надлежащем сроке окраски
дифференцировка не нужна; при перекраске дифференцируют в 0,1-процентной
соляной кислоте. После этого очень тщательно промывают.
Железный гематоксилин Вейгерта оказывается крайне полезным для
многих целей. Он не только просто, быстро и устойчиво окрашивает ядра, на
дает также отличные результаты во многих случаях, когда другие гемато-
ксилины отказывают. Так я обнаружил, что срезы из декальцинированного
материала, плохо или вовсе не окрашивающиеся гемалауном, отлично
окрашиваются железным гематоксилином Вейгерта. Дальнейшее преимущество
этой окраски состоит в том, что целлоидин остается почти совсем не
окрашенным или] при кратком помещении в 0,1-процентную соляную кислоту
полностью обесцвечивается. Железный гематоксилин Вейгерта с успехом может
быть применен и на желатиновых замороженных срезах, так как оставляет
желатину неокрашенной.
О дополнительной окраске пикриновокислыми смесями см. 707, далее
710. Железный гематоксилин по Иенсену (Лйлли и Ирл, 1939) не дает, с моей
точки зрения, никаких преимуществ.
678. Раствор полуторахлористого железа представляет собой 29-процент-
ный раствор хлористого железа..
679. Для приготовления аптечной соляной кислоты к 100 см3 соляной
кислоты с 'уд. весом 1,19 ( = 23° Боме, около 37%) прибавляют 50 см9
дестиллированной воды. Она имеет уд. вес. 1,124 и содержит 25% HCl.
680. 1н—соляная кислота является 3,6-процентной. Для ее
приготовления 10 см3 соляной кислоты с-уд. весом 1,19 доливают дестиллированной
водой до 100 см3.
681. Железный триоксигематейн по Ганзену (1895) дает хорошую став-
кую ядерную окраску при довольно умеренной подкраске цитоплазматиче-
ских структур. Поэтому этот раствор в известных случаях превосходит простой
железный гематоксилин; так, например, мышцы и соединительная ткань при
окраске по 672 после фиксаций формалином часто окрашиваются пятнами,
тогда как при употреблении железного триоксигематеина они оказываются
совершенно неокрашенными, окраска же ядер остается.
Приготовление раство р о в. Раствор а: в 150 см3 дестиллк-
рованной воды при легком нагревании растворяют 10 г фиолетовых
кристаллов железных квасцов и 1,40 г сульфата аммония. Раствор б: 1,6 г
гематоксилина растворяют при нагревании в 75 см3 дестиллированной воды. После
охлаждения обоих растворов раствор а при постоянном помешивании
вливают в фарфоровую чашку, содержащую раствор б (не наоборот!); смесь
делается сначала коричневой, затем синей и, наконец, темнофиолетовой.
Смесь медленно нагревают до кипения и кипятят 30—60 сек. (не более!),
при этом лишь слегка помешивают, чтобы не слишком усилить окисление
воздухом. Затем быстро охлаждают, пуская чашку плавать в
холодной воде.
Готовый раствор должен иметь темнокоричневый цвет. Зеленоватый; тон
указывает на слишком сильное окислениегВ этом случае раствор окрашйваё*
хуже. Раствор, фильтруя, помещают в бутылку из иенского стекла и хороша
закрывают резиновой пробкой. Размер бутылки подбирают. так, чтобы над
жидкостью оставалось немного воздуха. После окраски каждый раз сливают
ссратно.
Для окраски парафиновые или целлоидиновые срезы поступают из
дестиллированной воды в фильтрованный раствор красителя, в котором их
держат 1—2— 5—10 мин. до до стижения желательной степени окраски. Затем-^-
споласкпвание дестиллированн ой водой и 15—-30-минутная промывка'
И*

164
Глава X
в обычной воде. Далее 'ополаскивание дестиллированной водой, спиртовый
ряд, ксилол, бальзам.
Результат: черно-коричневая четкая окраска ядер. В зависимости
от срока окраски и дифференцировки (в 2—3-процентной серной кислоте или
0,5—1-процентной уксусной кислоте) можно выявить также и самые
различные клеточные структуры (зернистость, склеивающие полоски, реснички,
волокнистые структуры и т. д.).
Если требуется подавить подкраску цитоплазмы и получить чистую
ядерную окраску, то к 8 см* раствора красителя прибавляют 2—4 см3
1-процентной серной кислоты.
О дополнительной окраске пикрофуксином по Ганзену см. 709.
682. Окраска хлорцстожелезным гематоксилином по Гегквисту (1933).
а. Прогрессивный метод: 1) срезы из воды поместить на 5 мин. в 3—5-
процентный раствор хлористого железа; 2) ополоснуть дестиллированной
водой; 3) окрасить в 1-процентном растворе гематоксилина до прокраски жё^
лательных структур (обычно это наступает через 3—5 мин.); 4) основательная
промывка в проточной воде и т, д.
б. Регрессивный метод: \) поместить в 5-процентный раствор хлористого
железа на 1 час; 2) сполоснуть в дестиллированной воде; 3) окрасить
в 1-процентном растворе гематоксилина, 1 час; 4) сполоснуть
дестиллированной водой; 5) дифференцировать в 1-процентном растворе хлористого железа;
6) промывка и т. д,
Этот метод не дает избирательной ядерной окраски, как, например,
гематоксилин Вейгерта (см. 677), sl подкрашивает и многие другие структуры.
Гегквист особенно рекомендует его после фиксации в сулеме, формалине,
«суза* и т. п., кроме того, после жидкости Карнуа и трихлоруксусной кислоты.
Фиксация чистым формалином менее пригодна. Свежеприготовленный
раствор гематоксилина окрашивает в синий, старый раствор—в черно-коричневый
тона.
ГЕМАТОКСИЛИН С ХРОМОВЫМИ СОЕДИНЕНИЯМИ
ИЛИ С ОСМИЕВОЙ КИСЛОТОЙ
/ 683. Гематоксилин по Р. Гейденгайну (1886) служит для окраски цельных
кусочков. Приготовляют 0,3-процентный водный раствор гематоксилина.
Раствор-следует употреблять свежим, так как на свету он сохраняется недолго.
Окраска: объекты, фиксированные в спирту или в насыщенном растворе
пикриновой кислоты, помещают на 24 часа в краску, затем на столько же
в 0,5-процентный водный раствор монохромата калия (Kalium chromioum
flavum). Последний быстро окрашивается появляющимися облачками краски
и поэтому должен многократно сменяться. Далее—промывка в воде,
последующая обработка спиртами возрастающей крепости и т. д. Заливка в
целлоидин или парафин. Толщина срезов должна быть не больше 5 р.. Наряду
с окраской ядер получается отличная окраска цитоплазмы.
684. Для окраски кусочков О. Шультце (1910) рекомендует осмиево-
гематоксилиновый метод. Очець маленькие кусочки органов фиксируют по
384 в 1—2-процентн()й осмиевой кислоте; через 24—48 час. осмиевую кислоту
сливают и заменяют дестиллированной водой. Через несколько минут (самое
позднее через 24 часа) объекты помещают в 0,5-процентный раствор гематог
ксилина на 70-градусном спирте; раствор перед этим ставят для созревания
на 2—3 дня в открытой бутылке при 35—40°. Раствор красителя вначале
чернеет,, и его сменяют 1—2 раза, цока он не перестанет изменять свою
коричневую окраску, После двухдневного стояния при комнатной температуре объект
переносят в 70-градусный спцрт, который часто обновляют до тех пор, пока
жорияневая.окраска не ослабеет. Через 24 часа переносят в 96-градусный спирт,

Окраски
165
абсолютный спирт, кедровое масло, парафин (1 час или меньше). Срезы
должны быть не толще 2 |х. Результат: выявление клеточных
границ, межклеточных веществ и склеивающих пластинок, эпителиальных
волокон, гранул, митохондриев, структур поперечнополосатых мышц и т. д.
ГЕМАТОКСИЛИНЫ С СОЕДИНЕНИЯМИ ВОЛЬФРАМА,
МОЛИБДЕНА И ВАНАДИЯ
685. Окраска фосфорновольфрамовым гематоксилином по Маллори (1901).
0,1 г гематоксилина растворяют при нагревании в 80 см3 дестиллированной
воды; после охлаждения прибавляют 20 см3 10-процентного раствора фос-
форновольфрамовой кислоты и после ее растворейия вносят для ускорения
окисления 0,2 см3 перекиси водорода. После 12—24-часовой окраски быстро
промывают в воде, затем 95-процентный спирт, оригановое масло, ксилол,
канадский бальзам. Р е з у л ь~т а т: ядра, нейроглиальные волокна и другие—
синие, нервные волокна—розовые, соединительная ткань—интенсивно
розовая. Такой результат окраски получается при условии фиксации препаратов
и их предварительной обработки по способу Маллори (см. 1874). После
других методов фиксации соединительная ткань чаще всего окрашивается в
синий цвет*
Массой (1923) фиксирует по Буэну или Гелли и протравляет парафиновые
срезы 2—24 часа в растворе Люголя. Затем отбеливает их в 5-процентном
растворе гипосульфита, промывает в воде и окрашивает, как указано выше.
Вместо канадского бальзама он рекомендует сгущенное кедровое масло.
Результат такой же, как и приведенный выше.
Способность к окрашиванию прежнего гематоксилина Маллори (1891)
была обусловлена какой-то неизвестной примесью фосфорновольфрамовой
кислоты.
Фосфорновольфрамовый гематоксилин по Шуенинову см. 1514.
686. Окраска молибденовым гематоксилином по Гельду. Растворя&т 1 е
гематоксилина в 100 см3 70-градусного спирта и прибавляют в избытке
(около 2,5 г) чистой молибденовой кислоты. Затем раствор оставляют
созревать на 4—5 недель, часто помешивая его. Лишь после этого он годен к
употреблению. Лучше всего 1—2 годичные .растворы. Окраска: 2—3 капли
красящего раствора разводят в 50 см3 дестиллированной воды, фильтруют
раствор и окрашивают 24 часа при комнатной температуре. Затем
промывают в дестиллированной воде, сменяемой2—Зраза; спирт, ксилол, бальзам.
Результат: ядра, поперечнополосатые мышечные волокна, костная
ткань различных оттенков темносинего цвета, эритроциты черно-синие.
Гиалиновый хрящ окрашен лишь слабо. Коллагеновая соединительная ткань
серо-синяя, иногда красноватая; эластические волокна красно-фиолетовые;
мукозная слизь не окрашена, мукоидный секрет красно-фиолетовый. Резко
и отчетливо окрашены также эпителиальные волокна, базальные мембраны,
мерцательные волоски, оксифильные секреторные зерна, решетчатые волокна.
Окраска удается после большинства фиксаций. О применении к окраске
глии см. 1875.
Путем дополнительной обработки 3—5-процентным водным раствором
железных квасцов можно обесцветить соединительную ткань и затем
подкрасить эозином и т п. Если окрашенные срезы дифференцировать 3—5
процентными водными растворами фосфорновольфрамовой или фосфорномолиб-
деновой кислоты, то соединительная ткань и кости приобретают виннокрас-
ный тон. Затем промывка в дестиллированной воде, спирт , ксилол, бальзам
(Беккер, 1943). .
687. Окраска молибденовокйслым гематеином по Ганзену (1895).
Смешивают 10 хм3 1-процентного раствора молибденовокислого аммония с 10 см3.

166
Глава X
0,25-процентного водного раствора гематоксилина и прибавляют 3 см*
0,2-процентного раствора -марганцовокислого калия. Раствор вскоре темнеет
. и окрашивает очень интенсивно. Срок окраски 3—10 мин. Если окраска
слишком интенсивна, то дифференцируют под контролем в растворе: 100 см*
воды, 0,5 г буры и 0,5 г железосинеродистого калия. Затем споласкивают
в дестиллированной воде и основательно промывают обычной водой.
Результат, нервные клетки, нервные и глиальные волокна—темносиние.
| 688. Окраска молибденовым гематоксилином по Клара (1933).
1-процентный водный раствор гематоксилина смешивают с равным количеством
10-процентного водного раствора молибденовокислого аммония; к этой смеси
прибавляют с избытком чистой молибденовой кислоты (она растворяется
лишь незначительно, остальная часть образует осадок на дне; часто
взбалтывать). Раствор, вначале сине-фиолетовый, становится через некоторое время
тёмнокрасным; лишь после этого он дает хорошие результаты при окраске.
Для окраски, как и в случае метода Гельда (см. 1875), осно.вной раствор
сильно разводят дестиллированной водой (около 0,1 см* на 100 см*). Срезы
без предварительной протравы помещают при комнатной температуре в
разбавленный раствор на 10—24 часа или дольше; затем промывка
дестиллированной водой. Результат: соединительная ткань обнаруживает почти
избирательную окраску от виннокрасного до коричнево-красного тона;_
остальные элементы ткани не окрашены или лишь бледш} окрашены.
При перекрашивании можно дифференцировать пикриновой кислотой,
не нарушая окраски соединительной ткани; сразу после этого споласкивают
в 80—90-градусном спирте и т. д.
Если срезы промывать не в дестиллированной, а в обычной воде
(желательно с прибавлением следов углекислого лития!), то соединительная ткань
обесцвечивается, ядра же принимают чисто синюю окраску. Возможна
подкраска эозином и т. д.
Другие молибденовые гематоксилины см. 1513 (по Маллори) и 1514
(по Рибберту).
О ванадиевом гематоксилине, приготовление, и использование которого
связано с некоторыми трудностями; см. М. Гейденгайн (1903 и 1908b).
Окраска ядер основными каменноугольными Красителями
689. Приводимые ниже основные каменноугольные красители ' служат
для получения хороших контрастных окрасок ядер. При этом, в
зависимости от состава красящего раствора, окраска производится прогрессивно или ,
регрессивно. По яркости и живости тонов каменноугольные красители
нередко превосходят гематоксилиновые и карминовые окраски, в отношении же
устойчивости часто значительно уступают последним (см. также 625).
69Q. Число основных каменноугольных красителей, употребляющихся
в микротехнике, очень велико; можно, однако, обойтись относительно
небольшим количеством, так как многие красители, при незначительной разнице
в даваемых ими оттенках, очень сходны в отношении свойств, используемых
для микротехнических целей. То же относится и к кислотным
каменноугольным красителям, которые в большинстве случаев применяются для
дополнительной окраски (цитоплазматическая окраска; см. также множественная
окраска 706).
691. Сафранин является весьма ценным ядерным красителем, особенно
для препаратов, фиксированных жидкостями, содержащими хром и осмий.
Для получения окраски решающее значение имеет употребление хорошего
сафранина. Старый сафранин, применявшийся Флеммингом, достать уже
нельзя; Винивартер (1923) рекомендует сафранин чистый или сафранин
G extra. С. последним красителем я также получал отличные результаты.

Окраска
167
692. 10 г сафранина G extra растворяют в 155 см3 95-градусного спирта
п 145 см3 дестиллированной воды. Этот основной раствор годен в течение
долгого времени. По Винивартеру, с течением времени он становится
благодаря созреванию даже лучше. Для окраски смешивают основного раствора
20 см3 и 50-градусного спирта 80 см3. ,
Срезы окрашивают в течение 24 час, затем быстро промывают
дестиллированной водой и дифференцируют абсолютным спиртом. Из спирта
переводят в ксилол и бальзам. Результат: хроматин интенсивно красный,
особенно у объектов, фиксированных в растворах, содержащих осмиевую
кислоту (базихроматин; Гейденгайн).
Дифференцировка при помощи слабоподкисленного абсолютного спирта
(0,1% соляной кислоты) идет быстрее. Кислота должна быть тщательно
отмыта чистым абсолютным_спиртом. Подвысоцкий (1887) вместо солянокислого
спирта берет абсолютный спирт с пикриновой кислотой (см. также 952).
Из других многочисленных растворов сафранина я приведу еще
следующие.
693. Спиртовый раствор Флемминга: к 100 см3 абсолютного спирта
прибавляют 1 г сафранина и после растворения приливают 50 см3
дестиллированной воды.
694. Сафранин на анилиновой воде по Бабесу (1887). Растворяют 2—
3 г сафранина в 100 см3 анилиновой воды при 60° и в горячем виде фильтруют
сквозь смоченный водой фильтр. (Раствор сохраняется лишь несколько
месяцев.) Раствор дает приемлемые результаты и после фиксации сулемой
с уксусной кислотой. Приготовление анилиновой воды см. 617.
695. Шуберг рекомендует смеск из равных количеств сафраниновых
растворов, описанных выше (см. 693 и 694).
696. Если материал, фиксированный осмиевыми или хромовыми
жидкостями, долго пролежал в спирте, то его способность окрашиваться
сафранином можно восстановить, протравляя срезы в течение 5—10 мин.
разбавленным раствором Флемминга; 10—15 капель на 5 см3 воды (Соболев, 1899).
697. Тионин и толуидиновый синий по П. Майеру (1898) дают отличную
окраску ядер превосходного сийего цвета. Окрашивают 12—24 часа в
1-процентном водном растворе (или в растворе, приготовленном по 614) и затем
дифференцируют в 96-градусном спирте. Часто достаточно уже 10—20 мин.
окраски. Фиксация в сулеме, сулемовых смесях, жидкости Буэна или в
растворе Флемминга, а также в абсолютном спирте (Альтман, Р. Метцнер й
другие). Слизь, основное вещество хряща и гранулы тучных клеток окра- '
шиваются метахроматически. Тиониновые окраски крайне чувствительны
к спирту. Они легко бледнеют и в канадском бальзаме. Окраски толуи-
дпновым синим устойчивее.
698. Чтобы сделать окраску более прочной, Р. Метцнер (1907 и 1915)
рекомендует наклеенные и лишенные парафина срезы сначала около 45 мин.
протравить в 3—5-процентном водном растворе железных квасцов. После
ополаскивания в воде—10—20-минутная окраска в разбавленном растворе
толупдинового синего и дифференцировка в 50-градусном спирте до
прекращения отделения облачков краски. Если срезы отпадают, то их протравляют
?коло 40 час. в спиртовом растворе железных квасцов и окрашивают в спир^
говом растворе красителя.
Окраску можно также фиксировать в 5-процентдом молибденовокислом
аммонии (5—10 мин.). См. также 626.
699. Метиловый зеленый по Паппенгейму (1908) из всех субстантивно
красящихся оксифильных и базофильных веществ окрашивает один только
хроматпн (Metazoa). Приготовление: в 100 см3 дестиллированной
воды растворяют 1 а метилового зеленого и прибавляют 25 см3 абсолютного
?ппрта. Окраска: 10 мин. При более длительном сроке разбавляют вдвое ,

168
Глава X
или больше 20-градусным Спиртом. После окраски споласкивают в воде,
дифференцируют в 70-градусном спирте (около 1—2 мин.); затем абсолютный
спирт (1 мин.), ксилол, канадский бальзам или кедровое масло. К сожалению,
стойкость окраски незначительна. Важные смеси с метиловым зеленым
см. 721 та. 722. Так как метиловый зеленый очень чувствителен к щелочам, то
реакция всех жидкостей, с которыми соприкасается окрашенный препарат,
должна быть совершенно нейтральной (или слабокислой).
Метиловый зеленый часто бывает загрязнен метцловым фиолетовым.
Последний удаляется взбалтыванием с хлороформом.
700. Окраска бисмарком коричневым по Вейгерту (1878). Интенсивно
окрашивает ядра, хрящ и слизь. Для приготовления раствора 0,5 а красителя
растворяют в 100 см8 30-градусного спирта. Раствор годами остается
прозрачным. Цвет—некрасивый коричневый.
701. Окраска фуксином (маджента,, рубин; основной краситель, не
смешивать с кислотным фуксином и рубином S). Употребляется так же, как
сафранин. По Серени, он обладает метахроматическими свойствами (напри-
мёр, слизь окрашивается в фиолетовый цвет).
702. Генциановый фиолетовый используют для окраски ядер, напри^
мер, - в 1-процентном водном растворе. Дифференцировка в 96-градусном
спирте. То же самое относится к метиленовому синему и крезиловому
фиолетовому R extra. Если к насыщенным водным растворам этих красителей
через 1—2 дня прибавить равный объем 96-градусного спирта, то получаются
более устойчивые растворы. Для окраски берут 5—10 см8 красителя на 10 см8
дестиллированной воды.. При очень сильной перекраске дифференцируют
слабо подкисленной водой. Затем—абсолютный спирт.
703. Для приготовления раствора генцианового фиолетового по Граму
(годен около 10 дней) к 100 см8 анилиновой воды (см. 617) прибавляют 11 см8
насыщенного на 96-градусном спирте раствора генцианового фиолетового.
Срок окраски 3—5 мин.; затем споласкивают водой, обсушивают
фильтровальной бумагой, наливают на 2—3 мин. иодкалиевый раствор Люголя,;
сливают йодный раствор, обсушивают, дифференцируют в абсолютном спирте
или анилине; ксилол, бальзам.
Метод служит также для выявления грам-положительных бактерий,
которые при этом интенсивно окрашиваются в черно-фиолетовый цвет.
704. Более устойчив раствор генцианового фиолетового на карболовой
воде. Кристаллической карболовой кислоты 2,5 а; дестиллированной воды
100 см8. К этому прибавляют 10 см8 насыщенного раствора генцианового
фиолетового на 96-градусном спирте.
705. Приготовление раствора Люголя. 2 а йодистого калия растворяют
приблизительно в 5 см8 воды, прибавляют 1 а иода, который растворяется
в течение нескольких минут; затем доливают дестиллированной воды до
300 см8.
Множественная окраска для обзорных препаратов
706* Ниже сведены методы, которые наряду со специальными целями
служат и- для окраски обзорных препаратов. О множественной окраске
гемалаун—эозином и т. п. см. 659.
707. Наряду с обычной окраской гемалаун—эозином излюбленной
окраской для обзорных препаратов является тройная окраска'гематоксилином—
пикриновой кислотой—кислотным фуксином, впервые предложенная Ван-Ги-
зоном. Результат: ядра черно-коричневые; соединительная ткань яркот
красная; мускулатура интенсивно желтая; амилоид, коллоид, гиалин,
муцин й т. п. окрашены в различные оттенки. Недостаток метода состоит в том,
что окраска не очень устойчива. Так как количественные указания в

Окраска
169
оригинальной работе Ван-Гизона неточны, то - это сразу привело к
многочисленным модификациям метода.
Из них я особенно могу рекомендовать метод Ганзена. При точном
следовании прописи он надежен в работе и дает очень ясную, чистую окраску.
Сам по себе он может быть применен после любой гематоксилиновой окраски;
но лучше всего им пользоваться в сочетании с железным триоксигематеи-
ном по Ганзену (см. 681) или с железным гематоксилином по Вейгерту
(см. б77),так как при этом получается окраска ядер более стойкая, чем в
случае квасцово-гематеиновых смесей. При употреблении последних нужно
учитывать, что пикриновая кислота извлекает краситель, поэтому препараты
следует, сильно перекрашивать. Для обзорных целей достаточен и более
простой метод, приведенный в 708.
По Ганзену, пикрофуксиновую окраску можно сочетать также с окраской
ядер хромовоквасцовым кармином по Фигу (см. 637) или нафтазарином с
хлористым алюминием (см. 738). Преимущество состоит в том, что на эти ядерт
ные окраски пикриновая кислота не действует.
Чтобы повысить прочность окраски, делались различные попытки замег
нить пикриновую кислоту или кислотный фуксин другими, более
устойчивыми красителями. Среди этих вариантов на первом месте стоит
предложенная Домагком смесь пикриновой кислоты с тиазиновым красным (см. 710).
По яркости окраски этот способ не уступает методу Ван-Гизона, но он
настолько превосходит его по прочности, что в общем должен быть
предпочтен оригинальному методу,
708. Окраска методом Ван-Гизона: а) окрашивают ядра железным
гематоксилином по Вейгерту (см. 677), 2 мин.; б) основательно промывают в
проточной воде 10 мин.; в) обсушивают гладкой фильтровальной бумагой;
капают пикрофуксин (100 см3 насыщенного водного раствора
пикриновой кислоты с 5—10 см3 1-процентного водногд раствора кислотного фу*
ксина) на .1 мин.; г) стряхивают краску и обсушивают гладкой
фильтровальной бумагой; д) 96-градусный спирт; абсолютный спирт; ксилол;
бальзам.
Куртис заменяет кислотный фуксин пунцовым S, который в отличие от
кислотного фуксина не. выцветает. Недостаток этого заменителя состоит
в том, что пунцовый S не столь специфично окрашивает молодую коллагено-
вую соединительную ткань (Карлетон, 1926).
Приготовление раствора: 1-процентного водного раствора
пунцового S 10 см3, насыщенного водного раствора пикриновой кислоты
90 см3, 2-процентной уксусной кислоты 1—2 см3. Срок окраски 3—5 мин.
Далее, как в 708.
709. Окраска железным гематоксилином — пикрофуксином по Ганзену:
а) окрашивают ядра железным триоксигематеином (см. 681), 3 мин.; б) сйола-
скивают дестиллированной водой, промывают в проточной воде, 10.мин.;
дестиллированная вода; в) помещают на 5 мин. в подкисленный
пикрофуксин; на 60 см3 основного раствора (см. ниже)—емкость одного стаканчика
для окраски—прибавить 7 капель (0,2—0,3 см3) 2-процентной уксусной
кислоты; г) погружают(на2—4 сек., не дольше) в 60 см3 дестиллированной воды,
к которой до этого прибавили 2,5 см3 подкисленного раствора пикрофуксина
(внимание! чистая дестиллированная вода!); д) быстро обсушивают гладкой
фпльтровальной бумагой, сложенной в .4—5 слоев, и помещают в
96-градусный спирт, где предметные стекла нужно несколько раз пошевелить. Через
1 млн. переносят на 1—2 мин. во второй стаканчик с 96-градусным спиртом;
е: абсолютный спирт (не меньше 2 стаканчиков,), 3—5мин.; ксилол; бальоам.
Результат: ядра четко окрашены в черно-коричневый цвет, коллаге-
новая соединительная ткань яркокрасная, гладкие и поперечнополосатые
мышцы интенсивно желтые. . .

Глава Х^
Отмывку излишней пикриновой кислоты в 96-процентном и абсолютном
спиртах следует производить весьма тщательно, так как в противном случае
окраска бледнеет уже через весьма короткий срок. Очень вредно действуют
на окраску щелочи, так как они быстро-разрушают кислотный фуксий.
Вредной может оказаться и щелочь от плохого стекла (предметного или
покровного).
Приготовление основного раствора пцкрофук-
с и н а: к 1000 см3 насыщенного на холоду раствора пикриновой кислоты
прибавляют 50 см8 2-процентного водного раствора кислотного фуксина.
Этот основной раствор может храниться неограниченно долго. Если нужно,
чтобы красный цвет был особенно интенсивен, то количество прибавляемого
кислотного фуксина увеличивают с 50 до 75 см3.
710. Окраска пикриновой кислотой—тиазиновым красным по Домагку
(см. также 707 и 1509): а) окраска ядер железным гематоксилином Вейгерта,
2 мин.; б) основательная промывка в проточной воде, 10 мин.; в) окраска
в пикриновой кислоте—тиазиновом красном, 3—5 мин.; г) ополаскивание в
дестиллированной воде; д) две порции 96-градусного спирта; абсолютный
спирт; ксилол; бальзам. Ре з у л ь т а т: ядра темнокоричневые,
соединительная ткань яркокрасная, мышечная ткань желтая.
Приготовление раствора: к 100 см3 насыщенного водного
раствора пикриновой кислоты прибавляют 7,5 см3 1-процентного водного
раствора тиазинового красного.
Для сохранности и прозрачности препаратов важно, чтобы излишняя
пикриновая кислота была хорошо отмыта 96-градусным спиртом. Этот
метод можно сочетать с ядерной окраской хромовоквасцовым кармином
(см. 637). ...
711. Окраска гемалаун—эритрозин—шафраном по П. Массону (1923):
а) окраска ядер гемалауном (коллагеновая соединительная ткань должна
остаться неокрашенной; можно дифференцировать слабым солянокислым
спиртом или 0,5-процентным.раствором квасцов); б) промывка в проточной
воде; в) окраска 1-процентным водным раствором эритрозина, на 100 см3
которого прибавлено 2 капли формалина, 5 мин.; г) ополаскивание водой;
д) дифференцировка в 70-градусном спирте в течение нескольких секунд;
е) промывка в воде; ж) окраска в растворе шафрана (см. ниже), 5 мин.;
з) быстрое погружение в дестиллированную воду, обсушивание; и) быстрое
обезвоживание капаньем абсолютного спирта (шафран в абсолютном спирте
почти нерастворим, напротив, в спирте, содержащем воду, растворим легко);
ксилол; бальзам. Результат: ядра темносиние; цитоплазма красноватая;
мышцы, нервы и эластические волокна яркокрасные; коллагеновая
соединительная ткань, хрящ и кости яркожелто-золотистые.
Приготовление раствора шафрана: кипятят 2 г
шафрана в 100 см3 водопроводной воды на водяной бане в течение 1 часа; после
охлаждения фильтруют и прибавляют 1 см3 5-процентного водного раствора
таннина и 1 см3 формалина.
712. Окраска гематоксилином—кислотным фуксином—суконным прочным
желтым по Валлярту и Уэтту (1937 и сообщение письмом). Этот метод дает
красивые обзорные препараты, на которые мышечная ткань, окрашенная
в красный цвет, выделяется на фоне светложелтой соединительной ткани.
Проведение окраски: а) ядра окрашивают железным
гематоксилином по Вейгерту (срезы толщиной 5 (х—5 мин., 7{i—3 мин.); б) быстро
споласкивают водой и дифференцируют в 1-процентной уксусной кислоте
до полного обесцвечивания соединительной ткани; в) основательно промывают
в проточной воде, 10 мин.; г) окрашивают кислотным фуксином—суконным
прочным желтым (помещая в раствор или капая краску на препарат), 5 мцн.;
д) быстро споласкивают в дестиллированной воде, затем помещают на 5,мин.

Окраска
171
в 1-процентную уксусную кислоту; е) нижнюю поверхность предметного
стекла и свободные места сверху вытирают фильтровальной бумагой или
тряпочкой; ж) абсолютный спирт; ксилол; бальзам.
Приготовле ни е раствора: а) кислотного фуксина 1 а,
дестиллированной воды 100 см3, ледяной уксусной кислоты 1 см3; б)
суконного прочного желтого G или GG 3 г, дестиллированной воды 100 см3,
ледяной уксусной кислоты 1 см3; в) 1-процентная фосфорномолибденовая кислота.
Смесь приготовляют из равных частей этих растворов (сохраняется долго).
По Валлярту и Уэтту, фиксация не играет почти никакой роли. Окраска
удается, между прочим, после формалина, «суза>> и фиксаций по Орту, Цен-
керу, Гелли, Буэну.
713. В прежнее время после окраски ядер кармином для контрастного
окрашивания часто использовали пикриновую кислоту. Для окраски
насыщенный водный раствор (во многих случаях и спиртовый раствор) обычно
разбавляли водой в отношении 1: 3. Для срезов достаточно подкрашивать 2—5 мин.
Затем промывка в воде; спирт; ксилол; бальзам. Нужно учитывать,что в
проточной воде пикриновая кислота экстрагируется очень быстро. Кроме того,
она экстрагируется спиртом и ксилолом.
Подкраску пикриновой кислотой можно проводить и на кусочках;
продолжительность в зависимости от величины объекта от 2 до 24 час. Пикринов
вая кислота действует на препараты, прокрашенные борным кармином, диф-
ференцирующе, поэтому кусочки можно переносить из борного кармина
не в солянокислый спирт, а прямо в пикриновую кислоту. Для этого берут
насыщенный раствор, приготовленный на 70-градусном спирте.
714. Индиго-кармин является каменноугольным красителем и не имеет
отношения к кармину. По П. Майеру, его проще всего использовать, смешав
раствор 0,1 г индиго-кармина в 50 см3 воды (или 5-процентного раствора
кваспов) с 4—20-кратным объемом квасцового кармина или гемалауна.
715. Каллейа (1897) переносит объект после окраски кармином на 5—
10 мин. в раствор 0,25 г индиго-кармина в 100 см3 насыщенного водного
раствора пикриновой кислоты; затем быстро фиксирует в 1-процентной уксусной
кислоте и отмывает уксусную кислоту водой, а .избыток пикриновой
кислоты—абсолютным спиртом.
716. Рамон Кахаль сперва окрашивает насыщенным водным раствором „
мадженты, потом промывает в воде до прекращения отдачи краски; затем
5 мин. окрашивает насыщенным водным раствором пикриновой кислоты,
в 100 см3 которого растворено 0,4 г индиго-кармина. Промывка в воде,
содержащей следы уксусной кислоты; быстрое обезвоживание спиртом; ксилол,
канадский бальзам. Результат: ацидофильное вещество огненнокрас-
ное, базофильное—серое до небесноголубого.
Маджента или маджента красный—синоним фуксина.
717. Полль (1908) окрашивает 5 мин. в смеси из 100 см3 насыщенного
водного раствора пикриновой кислоты и 0,4 г индиго-кармина; затем после
короткого ополаскивания водой или без него окраска в концентрированном
паном растворе маджента красного, 5 мин., и дифференцировка в абсолют-
ню! сппрте.
718. Окраска пикроиндиго-кармином. Р. Краузе (1911) окрашивает после .
КЕасцового кармина, паракармина или сафранина 5—10 мин. в следующем
растворе: 1 г индиго-кармина в 300 см3 концентрированного водного раствора
плкрпновой кислоты. Далее промывка в 70-градусном спирте и т. д.
Результат: ядра красные, соединительная ткань яркосиняя, • цитоплазма
с мышечная ткань травянисто-зеленые.
719. Кармин—лионский синий по Баумгартену. Лионский синий
растворим в спирте п нерастворим в воде. Рёзе растворяет краситель в абсолютном
спирте п несколько капель раствора разбавляет абсолютным спиртом ^

172
Глава X
до тег пор, пока жидкость не сделается едва синеватой. В ней кусочки или
Срезы с препаратов, предварительно окрашенных кармином, подкрашиваются
в течение 24 час.
720. По Тонкову (1900), лионский синий окрашивает значительно быстрее
и интенсивнее, если й краске прибавлена йодная настойка (1 капля на 30 см3
раствора красителя) или когда срезы перед окраской обработаны очень
разбавленным раствором йодной ^настойки. По мри-м .наблюдениям при
прибавлении иода в дальнейшем происходит более быстрое выцветание
препаратов.
721. Метиловый зеленый — кислотный фуксин—оранжевый представляет
собой нейтральную смесь, известную обычно под названием триацида.
Первоначальный раствор Эрлих—Бионди* 'смешивают насыщенные водные
растворы оранжевого G 10 см3, кислотного фуксина 1 см3, метилового зеленого
3 см3.
722. Наилучшую пропись дает Р. Краузе (1911), В фарфоровой стуцке
тщательно растирают 3,4 а метилового зеленого, 4,2 а кислотного фуксина
и 3,0 а оранжевого до получения совершенно однородного порошка. Затем
порошок заливают 100 см3 дестиллированной воды в эрленмейеровской колбе
из лучшего иенского стекла. В обычном стекле краска быстро портится.
{Щелочь! можно парафинировать.) Предметные и покровные стекла также
должны быть из лучшего стекла.
Раствор, хорошо закрытый пробкой, оставляют стоять на 2—3 дац^при
35°; при этом его* часто взбалтывают. После полного"растворения получается
темнокоричневая жидкость с красноватым оттенком. Этот длительно
сохраняющийся основной раствор для окрашивания разбавляют и подкисляют
следующим образом: в мензурку с притёртой пробкой емкостью на 100 см3
наливают 1 см3 уксусной кислоты, дополняют до 100 см3 дестиллированной
водой, хорошо взбалтывают и затем выливают содержимое. Приставшие
к стейкам следы кислоты достаточны для подкисления. Далее во втором
маленьком измерительном цилиндре отмеривают 5 см3 основного раствора, который
выливают в подкисленную мензурку; цилиндр ополаскивают
дестиллированной водой, которую также сливают в мензурку; после этого мензурку
доливают дестиллированной водой до 100 см3. (Раствор может храниться
несколько дней.) Продолжительность окраски не имеет большого значения;
достаточно уже 10 мин., но можно красить и 24 часа. После быстрого
ополаскивания в 0,5-процентной уксусной кислоте-препарат переносят в
70-градусный спирт, в котором начинают обильно отходить облачка краски.
Пребывание в спирте не следует затягивать и, как только срезы сделаются
красными, их нужно перенести через абсолютный спирт в ксилол.
Что касается используемого материала, то следует знать разницу между
замороженными и парафиновыми срезами. Замороженные срезы почти
при всех фиксациях дают превосходные результаты, парафиновые же—лишь
при материале, фиксированном сулемой, сулемовыми смесями или по Кар--
нуа. Парафиновые срезы объектов, зафиксированных осмиевой кислотой, *
хромовой кислотой или хроматами, непригодны. В случае целлоидинового
материала целлоидин перед окраской должен быть удален.
Результат: хроматин, а также хрящ и слизь сине-зеленые; гранулы
тучных клеток сине-фиолетовые; ядрышки, ядерный сок, центриоли, сферы,
веретена, цитоплазма, коллагеновая и эластическая ткани, оксифильные
гранулы, кости, дентин окрашены в различные оттенки красного цвета.
Эритроциты оранжевые. К сожалению, окраска часто быстро выцветает.
723. Окраска метиловым зеленым—пиронином. Состав по Унна
(первоначальная пропись Паппенгейма неточна): метиловый зеленый 00
кристаллический желтоватый 0,15 а; пиронин 0,25 а; 96-градусный спирт 2,5 см3;
глицерин20,0 см3; 0,5-процентный водный раствор карболовой кислоты t00 см3.

Окраска
173
Срок окраски 20 мин., затем быстрое ополаскивание водой, быстрая диффе-
ренцировка и обезвоживание в абсолютном спирте; бергамотное масло или
ксилол; бальзам. Результат: хроматин (нуклеопротеиды)—зеленый;
все остальное красного цвета различных оттенков.
Условием для получения типичной картины окраски является
предварительная фиксация в абсолютном спирте или по Карнуа и быстрая заливка
в парафин или целлоидин. По Унна, годятся также замороженные срезы из
нефиксированного материала. Кроме того, кислые белки, важные для эффекта
окраски, должны сохраняться в предложенных Шиллером жидкостях с ура-
ниловыми солями. Большинство обычных фиксаторов для окраски
метиловым зеленым мало или совсем непригодно, так как они разрушают кислые
белки. Окраску можно получить после жидкостей Гелли, Орта и Рего.
724. При помощи окраски метиловым зеленым—пиронином Паппен-
гейм (1908) различает хроматин (зеленый) и пластин клетки (красный).
Как кариогенный, так и цитоплазматический бази-и оксипластин
окрашивается в красный цвет. При окраске метиловым
зеленым—пиронином—оранжевым (см. 725) он отличает хроматин (зеленый), базипластин (красный)
и оксицластин (оранжевый). Напротив, окраска метиленовым—синим
эозином (см. 1352) дает возможность лишь в самом общем виде различать базо-
фильные вещества от оксифильных, среди же базофильных не позволяет
отличать базипластин от оксипластина.
По исследованиям Мёллендорфа (1923; см. также 1264), при проведении
такого различия требуется осторожность, так как мы шока имеем право
говорить лишь о базофилии определенных участков ткани, относя ее при этом
не к чисто химическим, но к коллоидно-химическим явлениям; для
суждения же о природе оксифилии окраски нет никаких оснований».
725. Окраска митральной смесью метилового
зеленого—пиронина—оранжевого по Гроссо (1902). Насыщенные растворы метилового'зеленого 3,2 см?,
пиронина 6,0 см3, оранжевого G 1 см3 и дестиллированной воды 75 см3
смешивают в указанной последовательности. Этот очень стойкий раствор через
24 часа фильтруют и используют. Срезы из материала, фиксированного
спиртом или формалином, помещают в краску на 51—10 мин.; после этого
споласкивают дестиллированной водой, обсушивают фильтровальной бумагой
и дифференцируют в абсолютном спирте почти до полного прекращения отдачи
краски; затем—ксилол и канадский бальзам,
726.- Как для обзорных картин, так и для специальных целей (см. 1411)
очень-рекомендуется окраска оранжевым—эозином—толуидиновым синим,
предложенная Доминичи. К сожалению, стойкость окраски ограничена.
Фиксация: сулемовая, пикриновая или формалиновая смесь, например
по Буэну (см. 305), Орту (см. 247), Ценкеру (см. 336), Гелли (см. 337),
Максимову (см. 338), Гейденгайну (см. 344), Ромейсу (см. 346) и в абсолютном
спирте (также по Карнуа). Окраска: срезы сперва помещают на 20—
30 мин. в раствор эозина—оранжевого (0,5 г эозина воднорастворимого
желтоватого и 0,6 г оранжевого G в 100 см3 дестиллированной воды); затем их быстро
ополаскивают в 60-градусном спирте и от 0,5 до 2 мин. окрашивают
толуидиновым синим (0,5 г толуидинового сцнего на 100 см3 дестиллированной
воды). Далее дифференцируют в 96-градусном спирте, пока не перестанут
отделяться облачка краски; абсолютный спирт; 2—3 порции чистого
ксилола; бальзам.
Как показывает мой опыт, контрастность окраски повышается при под-
кпсленпи раствора эозина—оранжевого 1 каплей ледяной уксусной
кислоты (на 100 см?, не больше),
727. Тишуткин при тех же условиях употребляет вместо раствора
эозина—оранжевого следующую смесь: 10 см3 разбавленного наполовину водой
п профильтрованного насыщенного водного раствора оранжевого G и 2 щ3

174
Глава X
концентрированного раствора эритрозина на абсолютном спирте. В этой
смеси окраска становится еще более контрастной.
728. Окраску метиловый синий—-эозин, по Манну, можно очень
рекомендовать как для обзорных препаратов, так и для выявления тонких
клеточных-структур (хроматина, ядрышка, секреторных гранул, цитоплазмы
и т. п.). Для приготовления раствора краски смешивают 35 см3
1-процентного водного раствора метилового синего (не метиленового синего!), 45 см*
1-процентного водного раствора эозина (воднорастворимого желтоватого)
и 100 см3 дестиллированной воды. Готовый раствор краски имеет красно-
фиолетовый цвет с зеленоватой флуоресценцией; он может храниться
долгое время. Проведение окраски: а) приклеенные срезы переносят
из дестиллированной воды на 24 часа в раствор краски; б) ополаскивают
в дестиллированной воде (20—30 сёк.) и обезвоживают в абсолютном спирте;
срезы становятся синими; в) дифференцируют в щелочном спирте
(приготовление см. ниже) до тех пор, пока срезы не сделаются красными; это
наступает, в зависимобти от условий, через 5—10 мин. или позже; г) промывают
в абсолютном спирте до полного удаления едкого натрия; д) переносят в
обычную, слабо подкисленную воду (на 60 см3 воды 4—5 капель ледяной
уксусной кислоты) на 2—3 мин.; после этого при микроскопическом
рассмотрении срезов снова становится видимой синяя окраска ядер; е) обезвоживают
в абсолютном спирте; ксилол; бальзам. Результаты: хроматин
ядер темносинего цвета, ядрышко красное, цитоплазма фиолетовая,
секреторные зерна красных и синих тонов. Ацидофильная и базофильная
зернистости выступают очень резко, коллоид тоже (обычно фиолетовый).
Эритроциты яркокрасные,. мышечная и соединительная ткани—нежно-
. розовые.
Для приготовления щелочного абсолютного спирта к 10 см3 абсолютного
спирта прибавляют 0,3 (точнее, 0,33) см3 30-процентного водного раствора
NaOH. На 60 см3 чистого абсолютного спирта берут 10 капель этого основного
раствора. Если препараты в этом растворе долгое время не краснеют, то
содержание в нем NaOH удваивают или утраивают.
Метиловый синий, используемый для приготовления раствора краски,
должен быть совершенно нерастворим в абсолютном спирте.
Если препарат становится в воде с уксусной кислотой слишком
синим, то его переносят обратно в щелочной спирт и дифференцируют
дальше.
Если красный тон в готовом препарате выступает недостаточно и
перекрывается синим цветом, то это является обычно результатом недостаточно
длительной дифференцировки в щелочном спирте.
Указать точно продолжительность дифференцировки щелочным спиртом
нельзя, так как она зависит от объекта и фиксации. В указанном выше
недостатке препаратов может быть повинна и несоответствующая фиксация.
Окраска лучше всего удается после фиксации в сулемовых, пикриновых или
спиртовых смесях.
729. Модификация по Добеллу (1919): а) окраска срезов в растворе
Манна метилового синего—эоздна, 12—24 часа; б) дифференцировка в
разведенном растворе оранжевого G на 70-градусном спирте; в) быстрое
обезвоживание в абсолютном спирте; ксилол; бальзам.
730. Для обзорных препаратов, предназначенных в первую очередь для
гематологических целей, хорошие результаты дают также окраски азур—
эозином по Нохту и Максимову или Гимза, паноптическая и панхромная
окраски по Паппенгейму (подробности см. 1396). Для обзорных препаратов
превосходные результаты дают также различные соединительнотканные
окраски, например азановая (см. 1489) и трихромная (см. 1496) окраски
и их модификации.

Окраска
175
Окраска искусственными протравными красителями
731 < В результате систематических исследований Бехеру (1921) удалось
найти ряд методов окраски синтетическими каменноугольными
красителями, которые по четкости и прочности, по простоте употребления и
надежности вполне сравнимы с известными своей устойчивостью карминовыми
и гематоксилиновыми окрасками. Особенное значение имеют производные
антрохинона и нафтохинона, которые очень устойчивы к окислению и
восстановлению. Из большого числа приведенных в первой части работы Бехера
методов, как указывает и сам автор, далеко не все имеют практическое зна-.
чение; поэтому укажу лишь на некоторые наиболее важные и практически
ценные, которые могу настоятельно рекомендовать на основании личного
испытания.
732. Все методы, приведенные ниже (см. 732—752), пригодны для
парафиновых срезов. Для окраски целлоидиновых срезов большинство из них
менее пригодно, так как растворы ряда красителей, например галлоцианин,
галламиновый синий, целестиновый голубой, нафтазарин и другие, сильно
подкрашивают целлоидин. Исключение составляет раствор антраценовый
синий—сернокислый алюминий (см. 741), в котором целлоидин остается
практически неокрашенным. Поэтому он очень подходит и для окраски
целлоидинового материала.
Для окраски замороженных срезов Крауспе (1922) в первую очередь
рекомендует галлоцианин (см. 734). Домагк пользуется для замороженных срег
зов нафтазарином (см. 738), а также нафтазарин—азоф л ок си ном (см. 740).
На замороженных срезах остальные методы окраски с искусственными
протравными красителями, к сожалению, до сих пор не могут конкурировать
с гематоксилиновой окраской ни в отношении богатства тонов, ни в
отношении четкости и ясности, о чем следует пожалеть, так как окраска
гематоксилином плохо сохраняется в глицерине, левулозе и т. д.
Для окраски цельных кусочков нужно в. первую очередь указать на
раствор галламинового синего (см. 736) в хлористом алюминии (0,1 г
красителя в 100 см3 5-процентного раствора), который для этих целей разбавляют
вдвое 5-процентным водным раствором хлористого алюминия.
Продолжительность окраски 1—2 дня.
733,. Естественно, что и при этих методах окраски так же, как и при всех
остальных, для качества окраски, для оттенка и скорости прокрашивания
имеет значение способ фиксации. Окраска удается без труда] после
общеупотребительных методов фиксации и даже при фиксации жидкостью Флем-
мпнга, после которой гемалаун и подобные окраски часто не удаются. В этом
случае срок окраски должен быть несколько увеличен.
Приводимые ниже методы постоянно давали хорошие результаты (Ро-
мейс, 1923). Я подчеркиваю это потому, что некоторые авторы (например,
П. Майер, 1922) сообщали и о неудачах. Последние объясняются тем, что
з продаже имеются препараты разного происхождения, которые, несмотря
на одинаковые названия, различаются по своим свойствам.
734. Прекрасную ядерную окраску дает хромовый лак галлоцианина.
Прп правильном применении метода окрашивается только хроматин в тона
от темносинего до черного, тогда как все остальное остается бесцветным. При
чрезвычайной простоте применения эта окраска относится к наиболее
красивым, чистым и устойчивым хроматиновым окраскам. Она не вытягивается
нп водой, ни спиртом и очень устойчива к восстановлению (см. также 1749).
Приготовление раствора: 0,15 г галлоцианина в 100 см3
5-процентного раствора хромовых квасцов кипятят 3 мин. при частом побал-
тыванип. Краситель, трудно растворимый на холоду, дает темносиний раствор.
После охлаждения раствор фильтруют и доливают до 100 см3 дестиллирован- '
/

176
ГлаваХ
ной водой. Окраска: срезы из дестиллированной врды поступают на
24—48 час. в раствор красителя. После этого ополаскивают водой для
удаления хромовых квасцов. Ряд спиртов; ксилол; бальзам. Лучше всего
окрашиваются свежеприготовленные растворы. Через месяц раствор
окрашивает слабее и дает более серо-синий тон.
735. По Крауспе, галлоцианин вполне пригоден и для желатиновых
замороженных срезов, так как оставляет неподкрашенным заливочный
материал. Замороженные срезы, приклеенные желатиной, окрашиваются в
приведенном выше растворе галлоцианина, в течение 12—24 час. при 37°.
736. Галламиновый синий дает очень чистую синюю окраску ядер,
которая по красоте сравнима с окраской толуидиновым синим. 0,1 а красителя
растворяют при кипении в 100 см3 5-процентного водного раствора
натриевых или калиевых квасцов. После охлаждения темносиний раствор краски
фильтруют. Срезы из дестиллированной воды помещают в него на 6—24 часа.
Затем промывка в воде; спирт и т. д. Кроме ядер, метахроматически
окрашивается еще в красноватый или красновато-фиолетовый цвет и основное
вещество хряща. При более длительном действии старых растворов цитоплазма
и остальные структуры также принимают слабый синеватый тон. В отличие
от галлоцианинового хромового лака, раствор галламинового синего долгое
время не снижает свою способность к "окраске (по моим наблюдениям,
2—3 года), но в дальнейшем вместо чистого синего цвета дает более серовато-
синий оттенок. Если желательно оставить все, кроме хроматина, бесцветным,
то в первую очередь следует рекомендовать галлоцианин — хромовый лак;
но в остальном на основании сказанного раствор^ галламиновый синий—
квасцы предпочтительнее.
737. Киссер (1923) для окраски растительных ядер очень рекомендует
раствор галламинового синего в буре—борной кислоте; для животных
объектов я его не рекомендую, так как он мацерирует структуры и по качеству
окраски уступает раствору галламинового синего с натриевыми квасцами.
738. Очень чистую и четкую окраску ядер дает алюминиевый лак оксан-
трахинона. При кратковременном действии красителя окрашивается лишь
хроматин; при более длительном слабо подкрашиваются и остальные
структуры.
Весьма рекомендуются для синих оттенков ализарин-цианин RR,
ализарин-цианин G или нафтазарйн, для коричневых—руфйгаллол.
Приготовление: 0,25 г соответствующего красителя и 5 г химичеоки чистого
хлористого алюминия кипятят в течение 5—10 мин. в 100 см3
дестиллированной воды. Охлажденный раствор через несколько часов фильтруют. После
этого его можно употреблять. Через 8 дней раствор нужно опять
профильтровать. Для предохранения от плесени прибавляют немного тимола или
формалина. Раствор устойчив, но, по моим наблюдениям, через некоторое время
(3—6 месяцев) начинает окрашивать медленнее. Переокисления,* как 1это
бывает с растворами, гематоксилина, не наступает. Окраска: ив
дестиллированной воды срезы поступают в профильтрованный раствор красителя.
Длительность окраски варьирует в зависимости от объекта, фиксации и
возраста раствора красителя от 30 мин. до 24 час. Контролируя срезы через
несколько минут, можно при некотором опыте без труда определить примерный
срок окраски. Если препараты остаются в растворе красителя на несколько
часов дольше, то это не приносит вреда, так как перекрашивание наступает
лишь при очень длительном действии. Настоящего перекрашивания не
происходит и при превышении оптимального срока окраски на много часов. В
данном отношении эти красители сходны с квасцовым кармином. Подкраска
протоплазмы и мышечной ткани (хрящ обычно остается неокрашенным),
которая наступает при длительном окрашивании, может быть даже
желательной, особенно из-за контраста при метахромазии. После окраски пре-
с

Окраска
177
параты помещают на короткий срок в дестиллированную воду для удаления
хлористого алюминия, а затем переносят через ряд спиртов в ксилол и
бальзам. Извлечения краски в воде и спирте опасаться не приходится.
Декальцинцрованный материал окрашивается нафтазарином плохо.
Если в результате очень длительного окрашивания протоплазма
подкрашивается слишком сильно, то можно получить некоторое ослабление окраски,
воздействуя концентрированным раствором хлористого алюминия на
95-градусном спирте.
739. Соли антрахинона с другими металлами (хромовый лак, железный
лак и т. п.) не дают таких хороших результатов, как алюминиевый лак.
740. Окраску нафтазарином можно комбинировать с подкраской
эозином. Весьма рекомендуется также очень устойчивая к свету простая двойная
окраска нафтазарин—азофлоксином (Домагк). Для этого, кроме нафтазари-
нового раствора (А) (см. 738), держат в запасе еще 0,1-процентный водный
раствор азофлоксина (Б). Перед употреблением к 3 частям раствора А
прибавляют 1. часть раствора Б, после чего смесь фильтруют. Смесь лучше всего
каждый раз приготовлять в нужном количестве перед самой окраской.
Замороженные срезы окраширают в смеси 10—15мин., парафиновые—20—30мин.,
затем ополаскивают дестиллированной водой и через спирты и ксилол поме-,
щают в бальзам.
Результат сходен с окраской гемалаун—эозином. Можно легко устаног
вить срок окраски так, чтобы дифференцировка была излишней. Тогда, при
одинаковых фиксации, толщине срезов и длительности окраски всегда
можно получить .сравнимые результаты.
741. Очень хорошие результаты дает антраценовый синий в растворе
с сернокислым алюминием. Так как ядра окрашиваются в интенсивный
фиолетово-синий цвет, а окружающие ткани—в слабый фиолетово-красный тон,
то этот.очень простой метод можно весьма рекомендовать как для обычного
употребления, так и для обзорных препаратов. Окраска достигает
достаточной интенсивности часто уже через 0,5—2 часа; бояться перекраски не
приходится, она наступает лишь очень медленно. Раствор краски хорошо
красит даже через 2 года. После окраски ополаскивают дестиллированной водой
и через ряд спиртов переносят в ксилол и бальзам. Извлечения краски не
происходит.
Для приготовления раствора 0,5 г антраценового синего (в виде теста)
прибавляют к 100 см? 5-процентного водного раствора сернокислого
алюминия, нагревают до кипения, остужают и через несколько часов фильтруют.
При 5-процентном водном растворе квасцов метахромазии не наступает.
742. Хромовый лак целестинового голубого (0,1 г кипятят в 100 см?
5-процёнтного водного раствора хромовых квасцов) дает наряду с синей
окраской ядер слабую красно-фиолетовую окраску соединительной ткани, а хрящ
и слизистые клетки выделяются интенсивным красно-фиолетовым цветом
(продолжительность окраски 24 часа). Мышцы остаются, однако, почти
неокрашенными.
Раствор целестинового голубого обладает неприятным свойством через
несколько дней застывать в студень. Даже многократное разведение
существенно не влияет на это свойство.
743. Для окраски ядер в красный цвет можно рекомендовать, прежде
всего ядерный прочный красный, который дает отличные результаты,
сходные с кармином. Эта окраска проще и надежнее окраски кармином. Для
приготовления раствора краски 0,1 г ядерного прочного красного растворяю1!
в 100 см* горячего 5-процентного водного раствора сернокислого алюминия.
После охлаждения раствор фильтруют. Для окраски срезы помещают ад,
5—10 мин. (или больше) в раствор красителя, затем ополаскивают дестщь
лпрованной водой; ряд спиртов; ксилол; бальзам.
У2 Б. Ромейс

178 ^ Главах
После окраски ядер возможны самые различные контрастные подкраски;
например, анилиновым синим, анилиновым синим—оранжевым, световым
зеленым, ализарин-виридином и т. п. С окраской ядерным прочным красным
хорошо комбинируются также резорцин—фуксин, реакция на железо и
серебряные импрегнации.
Бехер для красного тона рекомендует пурпурин, нафтол-пурпурин,
а также ализариновый бордовый. Детальные испытания метода не позволяют
присоединиться к хвалебному отзыву Бехера, так как тон окраски при этих
красителях по интенсивности и яркости значительно слабее, чем при хорошей
окраске квасцовым кармином. Напротив, кислотный ализариновый синий
при последующей обработке фосфорновольфрамовой кислотой дает очень
интенсивную красную окраску ядер (см. 748).
744. Окраску ядерным прочным красным можно также комбинировать
с окраской по Граму. Для этого сначала окрашивают 5—10 мин. по методу,
указанному выше (см. 703), ополаскивают дестиллированной водой и
докрашивают генциановым фиолетовым по Граму (см. 703).
745. В чистом водном растворе ядерный прочный красный окрашивает
соединительную ткань в красный тон. Домагк вначале окрашивает 2—10 мин.
железным гематоксилином и после этого в течение 5—10 мин. в растворе
следующего состава: 100 см3 насыщенного водного растврра пикриновой кислоты
и 7,5 см3 насыщенного при нагревании водного раствора ядерного прочного
красного. Оцоласкивает в дестиллированной воде, проводит через 2 порции
96-градусного спирта, абсолютный спирт, ксилол, бальзам.
746. Бехер в качестве контрастной цитоплазматической окраски
рекомендует, между прочим, ализариновый красный S, который применяется вместо
эозина после ядерных красителей, окрашивающих в синий цвет (например,
йосле нафтазарин—хлористого алюминия). Для этого используется 0,05-про-
Центный водный раствор, который окрашивает в красноватый цвет в течение
нескольких минут.
Для контрастной окраски после нафтол-пурпурина Бехер рекомендует
0,06-процентный водный раствор ализарин-виридина или нафтолового
зеленого В, который растворяют в подкисленной воде. После окраски
препараты, как обычно, споласкивают в воде и через спирты возрастающей
крепости переносят в ксилол.
747. Ядерную окраску искусственными протравными красителями
можно, кроме того, комбинировать с рядом других методов окраски. Так,
например, окраска ядер ализарин-цианином RR очень хорошо сочетается
с подкраской кислотный фуксцн—пикриновая кислота. Для этого лучше всего
применять раствор пикрофуксина, предложенный Ганзеном (см. 709).
Окраска производится следующим образом: а) окрашивают ядра
ализарин-цианином RR приблизительно 2—3 часа или дольше; б) промывают в
дестиллированной воде 5 мин.; в) помещают в подкисленный пикрофуксин (см. 709)
на 5 мин.; г) погружают в разбавленный раствор пикрофуксина на 2—4 сек.;
д) быстро обсушивают и помещают в 96-градусный спирт на 1—2 мин.; е)
абсолютный спирт, ксилол, бальзам. Результат (после фиксации по Цен-
керу): ядра черно-коричневые, слизь и хрящ синие, соединительная ткань
яркокрасная, мышечная ткань желтая.
Результаты этого метода с предварительной окраской
ализарин-цианином не вполне совпадают с тем, что получается при предварительном
окрашивании гематоксилином. Ализариновая окраска ограничивается хроматином,
хрящем и слизью, тогда как гематоксилиновая слабо подкрашивает и ряд
других протоплазматических веществ. Поэтому при последней получается
больше коричневых оттенков.
748. Очень красивую и быструю окраску ядер и мышечных волокон дает
кислотный ализариновый синий с последующей дифференцировкой фсГсфорно-
)

Окраска
179
вольфрамовой или фосфорномолибденовой кислотой. В первом случае
получают красные тона, в последнем—синие (Петерсен, 1926). Устойчивость
окраски, по моим наблюдениям, очень хорошая. Она пригодна и для целлоиг
диновых срезов, так как целлоидин при дифференцировке полностью теряет
окраску.
Для приготовления раствора краски к 100 см3 дестиллированной воды
прибавляют 10 г химически чистого сульфата алюминия и 0,5 г кислотного
ализаринового синего; жидкость кипятят, причем краситель легко
переходит в раствор. После 5—10-минутного кипения красящий раствор
приобретает темносиний цвет; его доливают дестиллированной водой до 100 см3
и фильтруют. Остывший раствор имеет фиолетово-красную окраску.
Проведение окраски: а) срезы переносят из дестиллированг
ной воды на 5 мин. в раствор краски, где ткань диффузно прокрашивается
в фиолетовый цвет; б) споласкивают дестиллированной водой и помещают
в 5-процентный раствор фосфорновольфрамовой кпслоты на 30 мин. Тон
окраски при этом быстро переходит в красный. В процессе дифференцировки
коллагеновая ткань полностью отдает краситель, тогда как ядра его
удерживают. Гладкие и поперечнополосатые мышечные волокла также остаются
довольно сильно окрашенными; в) промывают в многократно сменяемой
дестиллированной воде; если промывка не слишком длительна, то окраска
при этом не изменяется; г) переносят в 96-градусный спирт на 1 мин.;
абсолютный спирт, 3—5 мин; ксилол, бальзам.
Результат: ядра яркокрасные; цитоплазма бледнокрасная;
мышечная ткань красная; соединительная ткань не окрашена, но вполне отчетливо
видна.
По моему личному опыту, на продолжительность окраски и на ее
результат весьма значительно влияет фиксация. Например, после фиксации по
Ценкеру или формалином нужно избегать увеличения указанного срока
окраски, ибо в противном случае окраска ядер и мышечной ткани становится
настолько интенсивной, что препарат приходится дифференцировать часами.
После фиксации смесью сулемы с трихлоруксусной кислотой соединительная
ткань удерживает окраску даже при очень длительном дифференцировании
в фосфорновольфрамовой кислоте; поэтому применять данную окраску после
такой фиксации не очень рекомендуется. При фиксации жидкостью Буэна
эритроциты выделяются после дифференцировки своей яркой оранжево-
красной окраской; мышечная же ткань легко отдает краситель.
При последующей обработке, окрашенных препаратов нужно избегать
вредного действия слабых спиртов; крепкие же спирты на окраску не влияют.
749. Эта окраска (после фиксации формалином или по Ценкеру) по
:воему эффекту соответствует азокарминовой окраске. Петерсен комбини-
; ует ее с дополнительной окраской анилиновым синим с оранжевым (см. 1491).
750. Если желательно получить контрастную окраску в зеленых д^нах,
т: рекомендуется дополнительное подкрашивание в 0,05-процентном водном -
-i:7z:pe ализарин-виридина, который окрашивает соединительную ткань
: тгЛгнып цвет (продолжительность окраски 2—5 мин., затем промывка
I гкггллпрованной воде).
751. Если препараты, окрашенные в кислотном ализариновом синем—
хлористом алюминии, дифференцировать в 2—5-процентной
фосфорномолибденовой кислоте, то после фиксации формалином или по Ценкеру получаются'
фиолетовые и темносиние цвета: ядра синие, гладкие и поперечнополосатые
нышпы яркосиние, эритроциты черно-синие, соединительная ткань (от
z эефэрномолибденовой кислоты) слабо желтоватая.
752. Хлорножелезистый лак ализарина (омнихром), по Окайима (1935),
гкрапшвает преимущественно диффузно, но дает различные градации тонов
:т темнофиолетового до красновато-фиолетового.
12*

180
Глава X
Приготовление: 2-процентного водного раствора хлорного
железа 10 см3 и насыщенного водного раствора ализарин-сернокислого
натрия 60 см3. Перед употреблением смесь разбавляют двойным количеством
дестиллированной воды.
Окраска: парафиновые, целлоидиновые и прочие срезы помещают
в раствор краски на 0,5—2 мин.; затем промывка в обычной воде; ряд спиртов
{70-градусный спирт при длительном действии извлекает краску)> ксилол,
бальзам. Результат: эритроциты, ядрышки, ороговевшие вещества и
волокна хрусталика окрашиваются в оранжево-красный цвет.
753. Об употреблении искусственных протравных красителей в
гистопатологии нервной системы см. Кин (1924) и особенно Эйнарсон (1932),
а также 1749—1755.

Глава XI
ПРИЖИЗНЕННАЯ ОКРАСКА
ОБЩИЕ ЗАМЕЧАНИЯ
754. Прижизненной окраской называют методы окрашивания, которые
успешно применяют на живых животных (или на живых клетках), не
причиняя им в течение продолжительного времени заметного вреда (Фишель,
1910). Впрочем, попытки дать не вызывающее возражений определение этого
понятия и в настоящее время наталкиваются на большие затруднения (В.
Беккер, 1936; Цейгер, 1938),
Об элективной прижизненной окраске говорят в том случае, если па
живом организме любой высоты организации удается при определенных
условиях получить с помощью растворенных красителей окраску одного органа
или отчетливо выявить определенную ткань среди остальных неокрасившихся
тканей (Гикльгорн, 1931Ь). При элективной прижизненной окраске, которая
до настоящего времени применялась главным образом на беспозвоночных
(см. также 785), следует делать главный упор не на конечную стадию процесса
и не на картину максимальной окраски, а на наблюдение за ходом
окрашивания, при котором следует различать восприятие красителя, его
распределение и накопление. Подчеркивание динамического момента в противовес -
статическому оказалось, однако, уже весьма плодотворным и при обычном
прижизненном окрашивании (Гирш, 1931, 1932).
Об электро-гистологических красочных реакциях см. Келлер (1930)
и Келлер и Гикльгорн (1928).
Основательное изложение материалов по прижизненному окрашиванию
дают Кийоно, Сугияма и Амано (1937, 1938). По теории прижизненной
окраски см. Цейгер (1938) и Рис (1938).
755. Важный для морфологических исследований вопрос о том, префор-
мированы или нет структуры, выявляющиеся при окраске, должен
решаться для каждого данного случая отдельно. В общем можно принять, что
основные красители часто откладываются главным образок на гранулярных
образованиях, которые видны в клетках еще до окраски.
Наоборот, при окраске кислотными красителями в цитоплазме
определенных клеток появляются окрашенные зерна, возникающие большей частью
■"ттттт, под влиянием красителя в местах, до того не занятых структурными
r.-ементами (Мёллендорф, 1915 и 1918; Шулеман, 1917 и другие). Однако и
kz потные красители в известных случаях (например, в кишечном эпителии)
могут подкрашивать преформированные структуры.
756. В настоящее время нет общепризнанной теории прижизненной
окраски, как нет ее и для гистологической окраски вообще. Всякая
прижизненная окраска [представляет собой результат взаимодействия
многочисленных факторов, анализ которых к настоящему времени во многих случаях
только начат. К факторам, которые должны учитываться при
характеристике растворов красителей, относятся: конституционно-химические
признаки молекулы, растворимость, знак заряда,. величина заряда, степень
дисперсности или величина частиц,_ поверхностное натяжение, вязкость»

182
Глава XL
диэлектрическая постоянная, концентрация, температура, величина
осмотического давления, плотность, окислительно-восстановительная способность,
чувствительность к электролитам, отношение к кислотам и щелочам,
активная реакция и т. д.
Уже Шулеман (1916) указал на то, что при прижизненной окраске
преобладающее значение имеют не чисто химические процессы, а
физико-химические факторы. Так, например, из кислотных красителей наиболее пригодны
для прижизненного окрашивания полуколлоидные красители.Они еще хорошо
диффундируют, но выделяются при этом медленно, в то время как
высокодисперсные красители, хотя и быстро проникают в ткани, но так же скоро
удаляются из них. С другой стороны, в случае плохо диффундирующих
красителей окраска ограничивается ближайшим окружением у места инъекции.
Тот факт, что старые коллоидные растворы красителей окрашивают хуже
свежеприготовленных,[объясняется физико-химическим снижением их
дисперсности.
757. Наряду со свойствами раствора красителя и факторами среды, не
менее важное значение имеют физические и химические свойства
окрашиваемого организма, понимание которых затрудняется процессом его жизнедея^-
тельности. В качестве примеров можно указать на редуцирующее действие
цитоплазмы на краситель (Мёллендорф, 1921b; Ванкелль, 1921), а также на
проницаемость клетки, меняющуюся в зависимости от функции (Гирш, 1931с).
Как раз в этих многосторонних связях и лежит значение прижизненного
окрашивания как метода для разработки многочисленных гисто-физиологи-
ческих вопросов. Особый интерес представляет установление соответствия
между распределением красителей и лекарственных веществ. (Так, например,
краситель, тиенилхинолинкарбоновая кислота, близко стоящий к противо-
подагрическому средству атофану, откладывается в хряще, связках и
эластической ткани Роман, 1918; или колларгол отлагается в ретикуло-эндо-
телиальном аппарате.) Область применения метода прижизненной окраски
становится значительно шире, если исследователь не ограничивается, как.
это часто бывает, изучением препарата в светлом поле микроскопа, а
использует также наблюдения (или фотографирование) в поляризованном,
ультрафиолетовом или инфракрасном свете (Плотников, 1930). Прекрасное
изложение возможностей и задач, связанных с прижизненным окрашиванием,
мы находим у Гикльгорна (1930 Ь, с).
758. Повреждение и отмирание клеток приводит в результате к
изменению окрашивания. При этом краситель не дает уже только вакуолярных
-отложений, а переходит и на другие составные части клетки, при жизни
остававшиеся обычно неокрашенными; например, на ядро (см. также 930).
При повреждении часто окрашиваются также клетки, которые нормально
не красятся. Эти изменения важны для оценки окраски (интра-, супра-
или поствитальной).
В последнее время придают значение не только гранулярной окраске,
но и диффузной, которую раньше считали дефектной. Прижизненную
диффузную окраску, характеризующуюся светлым тоном, не следует смешивать
с интенсивной пропитывающей окраской мертвых клеток.
759. Краситель в большинстве случаев вводят путем инъекций
(внутривенных/ подкожных, плевро-перитонеальных, интрадуральных),
реже—путем скармливания (орального или энтерального) или втирания в кожу
(некоторые лекарственные вещества, татуировка). Для окраски водных животных
их большей частью оставляют жить продолжительное время в растворе
красителя.
Однако применение прижизненных красителей не ограничивается целыми
ждвыми организмами. Органы и фрагменты органов также могут
окрашиваться .прижизненно, если они соответствующими мероприятиями поддер-

Прижизненная окраска
183
живаются в живом состоянии. Опрашивающих помещая в растворы
красителя, путем инъекции в кровеносные сосуды, промыванием при доступе
кислорода и т. д. Для окраски под микроскопом отдельных.клеток можно также
высушить на покровном стекле немного раствора красителя и наложить
стекло на смоченный жидкостью препарат. (Последний метод см. Цезарис-
Демель, 1909.)
760. Исследование прижизненно окрашенных объектов следует
производить по возможности в живом состоянии иди, по крайней мере, на свежих,
нефиксированных расщепленных препаратах. В последнем случае кусочек
ткани с помощью пары препаровальных игл быстро расправляют на
предметном стекле, накрывают покровным стеклом, края которого замазывают
и исследуют, если нужно, на нагревательном предметном столике. Лучше
всего исследовать объект в жидкости тела; если ее недостаточно, то
прибавляют сыворотку или одну из приведенных выше (см. 117), индифферентных
жидкостей для наблюдения.
Для прижизненного наблюдения прп сохранении кровообращения
предложены методы Клеменсиевича (1921), Вентцлафа (1924)—язык лягушки;
Гармуса (1912)—мигательная перепонка лягушки; Гирона (1913)—почка
мыши; Фонвиллера (1923)—роговица; Гирша (1932а)—поджелудочная
железа и другие.
Исследование фиксированных препаратов имеет второстепенное
значение.
761. Типы прижизненных красителей. Из кислотных прижизненных
красителей особенно употребительны трипановый синий, пирроловый синий
и литиевый кармин. Применение этих красителей особенно рекомендуется
при изучении восприятия, распределения и отложения веществ в организме
и выведения их из него.
Из основных прижизненных красителей используют, главным образом,
нейтральный красный, сульфат нильского голубого, бисмарк коричневый,
нафтоловый синий и метиленовый синий. Прижизненная окраска этими
красителями служит прежде всего для подкраски предсуществующих в
клетках гранулярных включений, количество которых под влиянием
раздражающего действия красителя, при известных условиях, может увеличиться.
Янус зеленый употребляют специально для окраски митохондриев.
Особые случаи представляют окраски краппом или ализарином ткани
растущей кости, а также применение растворимых в жире индифферентных
красителей, вроде Судана III или шарлаха для окраски жировых веществ.
ПРИЖИЗНЕННАЯ ОКРАСКА КИСЛОТНЫМИ КРАСИТЕЛЯМИ
762. Окраска трипановым синим по Е. Гольдману (1909, 1912). Для
приготовления раствора красителя растворяют 0,5 а красителя в 100 см3
дестиллированной воды. Перед употреблением раствор фильтруют и (для
терплизации) кипятят. Давность раствора не должна превышать 4 недель,
гак как более старые растворы часто действуют токсично (Мёллендорф, 1926).
Краситель обычно дается путем инъекций, причем как подкожное, так
и внутрибрюпшнное или внутривенное введение приводят к сходному
конечному результату. При внутривенных инъекциях, во избежание
токсического действия, дают значительно меньшую дозу, чем при подкожном
введении. Мышам на 20 г веса тела дают 0,5—1 см3 указанного выше рас-
тз:ра; кроликам на 1 кг дают подкожно 10—15 сие8, внутривенно—3—4 см9;
лягушкам подкожно—1 см3 на 20 а. После подкожных инъекций резорбцию
красителя ускоряют легким массированием. Если требуется получить общую
прижизненную окраску животного, то инъекции производят несколько раз
с ^4—5-дневными промежутками до тех пор, цока кожа животного не

Глава XI
приобретет интенсивно синюю окраску. (Например, у взрослых мышеи
7—10 раз по 0,5 см3.)'Однако Мёллендорф считает, что при исследовании
деятельности экскреторных органов ясная картина получается только при
однократной инъекции.
763. По Пфулю (1940), препараты трипанового синего (разных
торговых марок) весьма существенно различаются по своему действию на живые
организмы. Пфуль рекомендует для инъекций трипановый синий фирмы
Мерк. Морским свинкам весом 300—400 г он вводит подкожно 3 ел*
1-процентного раствора.
764. Наиболее быстрое распределение красителя достигается
внутривенной инъекцией, при которой краситель прежде всего воспринимается
ретикулоэндотелиальной системой. При подкожной инъекции вначале
наступает локальная окраска окружающей место инъекции соединительной
ткани; ^при внутрибрюшинной инъекции до появления общей окраски
сначала окрашиваются эндотелиальные клетки и молочные пятна сальника.
765. Для прижизненной окраски головастиков трипановый синий
прибавляют к воде аквариума. При концентрации 1 : 5000—1 : 10 000 они живут
месяцами. Если содержать животных в темноте, то концентрацию раствора
красителя можно значительно повысить, не принося им заметного вреда.
В тканях тела млекопитающих (исключая эпителий кишечника) при
скармливании красителя, прибавленного к кашице из молока, сахара и муки,
гранулярные отложения последнего не обнаруживаются даже через неделю
(Мёллендорф, 192 V1925).
766. Фиксация отложений трипанового синего осуществляется лучше
всего в смеси Гейденгайна (сулема—формалин—трихлоруксусная кислота;
см. 344) или в жидкостях Ромейса (см. 346), Буэна (см. 305) или Штиве
(см. 333). Пфуль (1931) в своих обстоятельных исследованиях установил, что
эти смеси значительно превосходят обычно рекомендуемый формалин. Они
надежно фиксируют даже самые мелкие зернышки трипанового синего^
По мнению Пфуля, во всех случаях, когда отложения трипанового
синего фиксируются формалином, нужно считаться с тем, что «нежные
гранулы открасятся, а краситель переместится и проникнет в другие структуры».
767. В случае тканей, содержащих известь, пребывание препарата
в жидкости с трихлоруксусной кислотой продолжается до тех пор, пока эта
ткань не станет годной для резки. После фиксации целесообразно повысить
содержание трихлоруксусной кислоты в жидкости до 5%, путем прибавления
кристаллов кислоты (Блотефогель, 1924).
768. Для подкраски срезов, окрашенных трипановым синим,
употребляют квасцовый кармин и т. п. По Мёллендорфу, особенно резкие контрасты
дает подкраска бисмарком коричневым или по Паппенгейм—Кардосу (см. 1407).
Пфуль (1940) окрашивает в течение 6—12 час. ядерным прочным красным
(см. 743), причем, кроме ядер, несколько подкрашиваются и другие структуры*
769. Пирроловый (изаминовый) синий, которым пользовался Е. Гольд-
ман, вытеснен трипановым синим.
770. Прижизненное отложение кармина (Рибберт, 1896). 2,5 г лучшего
кармина растворяют в 100 см3 насыщенного на холоду водного раствора
углекислого лития и 10—15 мин. кипятят на водяной бане. Непосредственно перед
употреблением фильтруют. Ежедневно в течение 5—8 дней инъицируют по
одному разу: мыши 0,3 см3, крысе 2,5—3 см3 (подкожно), кроликам 10 см3
(внутривенно). Фиксируют в спирте, формалине или сулеме. Заливка в
парафин. Окраска ядер гемалауном (см. Кийоно, 1914; Борелль, 1919).
Для приготовления раствора к 100 см3 дестиллированной воды приба- •
вляют 1 а углекислого" лития.
771. Различие между трипановым синим и кармином. Для
внутривенного введения предпочтительнее кармин, для подкожного—трипановый

Прижизненная окраска
185
синий. В остальном результаты одинаковы. Кармин несколько токсичнее,
но имеет то иреимущество, что отложения его более устойчивы при фиксации
и последующей обработке.
ПРИЖИЗНЕННАЯ ОКРАСКА ОСНОВНЫМИ КРАСИТЕЛЯМИ
772. Нейтральный красный (введенный в технику Эрлихом, 1893) можно
давать per- os; вводить подкожно или внутривенно. Водных животных
(например, головастиков) для окраски помещают на несколько дней в водный
раствор 1 : 200 ООО; в более крепких растворах (1 : 10 ООО до 50 ООО) они
интенсивно окрашиваются уже через несколько часов, но становятся очень вялыми.
После появления окраски маленькие кусочки эпидермиса, предпочки и т. п.
исследуют в физиологическом растворе поваренной соли или в растворе
Рингера.
При переносе окрашенных животных в чистую воду они некоторое время
не теряют окраски. Сульфат нильского голубого (1 : 30 000 до 300 000)
окрашивает уже в течение нескольких часов; то же и бисмарк коричневый
(1 : 10 000 до 60 000).
Гирш (1931с) впрыскивает мышам (поджелудочная железа) внутрибрю-
шинно 2 раза с интервалом 15 мин. по 0,5 см3 0,1-процентного раствора
нейтрального красного в физиологическом растворе поваренной соли.
Соответствующий орган исследуют через 30 мин.
773. Арнольд (1911) кормит нейтральным красным, и фиксирует кусочки
желудка и кишечника в парах формалина по методу Гросса, предложенному
для фиксации окраски пирроловым синим (подробности см. 269). В других
случаях Арнольд помещает краситель непосредственно на подлежащую
окраске ткань. Инъекция и смачивание 1-процентным раствором красителя
также приводят к цели.
774. Для суправитальной окраски расщепленных препаратов
нейтральный красный сильно разводят и прибавляют к индифферентной жидкости,
в которой ведется наблюдение (разбавление 1 : 10 000—50 000, длительность
окраски 5—10 мин.; об этом красителе см. также 1006).
775. Так как известно, что красный цвет нейтрального красного при
щелочной реакции переходит в желтый, то у окрашенных прижизненно
объектов этот переход часто использовался для суждения о характере
реакции окрашенной структуры. Вопреки этому Мёллендорф (1926) считает, что
на основании подобных различий в окраске неправильно делать вывод о
наличии анодов или катодов (как Р. Келлер, 1925), или о разнице в
концентрации Н-ионов. По Мёллендорфу, желто-красная окраска свойственна
выпавшему красителю, сине-красная—находящемуся в растворенном состоянии.
Основная гранулярная окраска подчиняется правилам взаимодействия
противоположно заряженных коллоидов. Поэтому при соответствующих комби-
налпях происходит выпадение в нейтральной точке, в то\ время как избыток
: гного из компонентов, особенно более высококоллоидного, вызывает раство-
Trzne продукта выпадения.
776. Желточные пластинки зародышевого диска цыпленка (Грепер, 1911)
z амфибий (Мёллендорф, 1918) на очень ранних стадиях окрашиваются
нейтральным красным и сульфатом нильского голубого гомогенно; на более
г:здних стадиях окрашивающееся вещество часто располагается на распав-
г~7тся желточных пластинках в виде шапочек. Фагоцитированные
клеточное включения во многих случаях окрашиваются в интенсивно красный цвет.
777. При всех окрасках нейтральным красным следует иметь в виду, что
дазе при очень сильных разведениях наблюдается токсическое действие
красителя. Так, по Политцеру, нейтральный красный вызывает в эпителии
личинок саламандры нарушение роста, -торможение ритма клеточных г

186
Глава XI
делений и самих делений уже при 2-часовом пребывании в растворе
1 : 150 ООО.
778. Подобно нейтральному красному, и другие основные красители
могут быть также использованы для прижизненного окрашивания. Особенно
часто употребляются сульфат нильского голубого и бисмарк коричневый.
В морской воде растворимы нейтральный красный, метиленовый синий
медицинский, бисмарк коричневый, янус зеленый и литиевый кармин (Голль-
Зорн, 1937).
779. По Борнштейну и Рютеру (1925), хинин, стрихнин, атропин,
новокаин, кофеин и пилокарпин вытесняют из прижизненно окрашенных тканей
нейтральный красный, сульфат нильского голубого и др. Авторы
использовали это окрашивание для наблюдения за проникновением алкалоидов
в клетки под микроскопом.
780. Особое место среди основных прижизненных красителей занимает
янус зеленый (диазиновый зеленый); его используют главным образом для
прижизненного окрашивания митохондриев (впервые Михаэлис, 1900),
Употребляют сильно разведенные растворы красителя в физиологическом
растворе поваренной соли и т. п. (10 ООО—50 000 раз). Раствор красителя
тонким слоем наносят на препарат, который на 10—20 мин. помещают в
непокрытом виде во влажную камеру; окраску время от времени контролируют
под микроскопом. -Препарат покрывают покровным стеклом лишь тогда,
когда окраска сделается достаточно интенсивной. Гирш каплями наносит
0,05-процентный раствор януса зеленого на обнаженную живую
поджелудочную железу мыши и 2—3 раза отсасывает краситель фильтровальной
бумагой.
781. Решающее значение для получения результата имеет
использование красителя надлежащей марки. По Коудри (1918), способность
окрашивать митохондрии зависит от присутствия двух—(С2Нб)—групп. Он
использовал .марку диэтилсафранин.
782. Если сразу наложить покровное стекло, то митохондрии,
повидимому, редуцируют краситель в лейкобазу. Для получения окраски янусом
зеленым, как и в случае метиленового синего, необходим доступ кислорода
воздуха. Об этом же говорят и данные А. Фишера (1927), у которого в куль-,
турах, на покровных стеклышках, митохондрии не окрашивались в кислой
среде, содержащей янус зеленый (pH 4,4), а также при прибавлении пиро-
галловой кислоты (pH 6,4) или цианистого калия (pH 8,6). Если же такая
среда замещалась свежим раствором Локка—Льюиса, не содержавшего
никакого красителя, то митохондрии внезапно окрашивались.
По В. и М. Льюисам (1915), янус зеленый настолько токсичен для
клеток, что даже в растворе красителя 1 : 200 000 они отмирают в течение
немногих часов.
783. Для одновременной окраски нейтральным красным и янусом
зеленым митохондриев и секреторных гранул в тонких пленках тканей, в
культурах тканей и т. п. применяют различные прописи. Зееман (1930)
употребляет для этого 1-процентный раствор нейтрального красного (основной
раствор А) и 1-процентный раствор януса зеленого (основной раствор Б); оба
красителя разводятся в растворе Рингера—Льюиса (NaCl—9,0 г; СаС12—
0,25 г; KCl—0,42 г; дестиллированной воды—1 л). Непосредственно перед
использованием к 15—20 см* раствора Рингера—Льюиса прибавляют 10—
15 капель раствора А и 1—2 капли раствора Б. При доступности воздуха
окрашивают 5—10 мин.; затем споласкивают в растворе Рингера—Льюиса,
переносят на предметное стекло, а покровное стекло окантовывают. .
784. Окраска метиленовым синим (впервые Эрлих, 1885). Эта окраска
применяется, главным образом, для витальной или суправитальной окраски
нервов. Подробности см. 1928—1946. ,

Приживленная окраска
187
785. Прижизненная окраска гипосулъфитными лейкобазами по Роскицу
и Масловой (1935). К 100 см8 0,01-процентного раствора метиленового синего
(пли азура I, тионина, толуидинового синего или яркого крезилового синего)
прибавляют 1—2,5 см8 0*1 н. раствора гипосульфита и 1—4 см8 0,1 н. соляной
кислоты. Смесь тщательно перемешивают стеклянной палочкой поставляют
стоять в темноте при комнатной температуре. В зависимости от красителя
и концентрации реагентов через 2—3 часа или позже образуется лейкобаза
(гипосульфитная лейкобаза, или ГЛБ), которую нужно сохранять в темноте,
так как она очень чувствительна к свету. Применение: на свежеизвле-
ченный объект, который может находиться и в физиологическом растворе
поваренной соли, наносят 1—2 капли ГЛБ. Через 5—15 мин. наступает
однородная окраска ядер, а частично и цитоплазмы, которая сохраняется
в течение нескольких часов. По Роскину и Масловой, такая окраска связана
о жизнедеятельностью объекта; на мертвых тканях этот метод дает иные
результаты.
Приготовление 0,1 н. раствора гипосульфита:
к 24,82 а гипосульфита (кристаллического) приливают дестиллированной
воды до 1 000 см8.
786. О двойной окраске кислотными и основными прижизненными
красителями см. Герцфельд (1917), Штеккельмахер (1918), Мёллендорф (1920),
Снук (1939). . -
787. Фиксация прижизненной окраски основными красителями до
настоящего времени возможна лишь в очень ограниченной степени.
Рекомендуемая Пржесмицким, Головиным (1902), Коломбо (1903), Фонвиллером
(1915, 1918) и Скраупом (1916, 1917) фиксация сулемой ненадежна. Растворы,
предложенные Митамура (1923), также не дают безупречных результатов
и с основными красителями оказываются недостаточно надежными. Арнольд
рекомендует для фиксации нейтрального красного пары формалина (см. 269
и 773).
788. Элективная прижизненная окраска на беспозвоночных. А. Фишель
(1908а) первым наблюдал, что при прибавлении к воде с культурой Cladocera
ализарина может получиться прижизненная и в то же время специфическая
окраска нервной системы. У некоторых животных окраска наступает уже
через несколько часов.
789. Вестблад (1924) к 20 см8 прокипяченного физиологического раствора
поваренной соли присыпает порцию ализарина, взятую кончиком ножа, кипя-
тпт еше раз, охладив, фильтрует и разбавляет 2—4-кратным количеством
физиологического раствора. Животное помещают для окраски на 1 час в
раствор красителя (в темноте), затем исследуют под покровным стеклом в
физиологическом растворе NaCl. После этого животное убивают
нейтральным формалином, который затем сменяют дестиллированной водой. Для
тпксации окраски объект переносят на несколько часов в известковую воду.
Затем быстро споласкивают дестиллированной водой, проводят через спирт
г : охраняют в кедровом масле.
По Гикльгорну (1931а), растворимость ализарина повышается при до-
~ ^тенпи уротропина. Растворяя краситель при нагревании, получают
концентрированные растворы, которые можно длительно сохранять, а также
легко подкислять или подщелачивать.
Очень важное значение для выработки методики.элективной
прижизненной окраски беспозвоночных имели работы Р. Келлера, Гикльгорна
z zx школ (экскреторные . органы циклопа, фронтальные органы, ра-
кгнгнная железа, жаберные мешочки, нервная система дафний и т. д.
Гикльгорн, 1931b).
790. Локальное прижизненное окрашивание с помощью агар-агара,
пропитанного красителем по В. Фогту (1925). Тонкие пластинки агар-агара

188
Глава XI
нарезают на маленькие кусочки; дают им набухать от нескольких дней до
недель в 1-процентном растворе нейтрального красного, сульфата нильского-
голубого или бисмарка коричневого. Окрашенный материал извлекают иа
раствора красителя и более крупные кусочки измельчают в воде до
получения взвеси мельчайших кусочков агара. Их высушивают в чашке Петри,,
причем окрашенные кусочки агар-агара прочно приклеиваются ко дну
чашки, и в таком виде их можно сохранять очень долго. Для нанесения
окрашенной метки один из таких переносчиков красителя кладут на короткое-
время в воду. После того как он набухнет, его соответствующим образом*
обрезают и прикладывают к окрашиваемому материалу, изолируя от
окружающих частей воском, станиолем и т. п. Подробное изложение методики
см. Фогт (1925).
791. Для наблюдения окрашенных по Фогту меток материал фиксируют
в смеси 3-процентного раствора бихромата калия 50 сис8,5-процентного
раствора молибденовокислого аммония 50 см3 и уксусной кислоты 3—5 см3. Форма
зародыша сохраняется при этом безупречно. Эта жидкость, однако,
оказывается непригодной в случае проведения через спирты и заливки в
парафин.
Для гистологической фиксации меток, нанесенных сульфатом
нильского голубого, применимы методы Ф. Лемана (1928), Адамса (1928) и Фиг—
Бальцера (Фиг, 1928).
792. Метод Ф. Лемана (по Леману и де Рош, 1934).
а. Фиксация: 1) объект кладут в жидкость Ценкера (10 см3 и 0,5 см*
уксусной кислоты) на 2—3 часа; 2) промывка в проточной воде, 2—3 часа;
3) для фиксации сульфата нильского голубого объект помещают на 2—12 час*
в 2-процентную фосфорновольфрамовую кислоту; 4) проточная вода, 2—
8 час; 5) переносят прямо в диоксан I—III (с хлористым кальцием на дне;
см. 353) по 1 часу в каждой порции; 6) бензол, 15 мин. 7) парафин,
15 мин.
б. Окраска срезов: 1) в течение 5 мин. растворяют парафин ксилолом,
затем на 1 мин. помещают в бензол; 2) для удаления сулемы проводят через 2
порции иод—бензола по 10 мин. в каждой; 3) удаляют иод в 2 порциях
бензола, по 10 мин.; 4) бензол—диоксан (1:1) 5 мин., диоксан, 5 мин.,
дестиллированная вода, 30 мин.; 5) окраска ядер кислотным ализариновым синимг
3—4 мин. (приготовляют по 748; при окрашивании контролировать!!);
6) промывка в 2 порциях дестиллированной воды, по 15 мин.; 7)
0,1-процентный эозин, 30 сек.; 8) сине-черный В, 15 сек. (раствор по 1505, но без
пикриновой кислоты); 9) диоксан 1,5 мин., II и III, по 1 мин.; 10) бензол;
бальзам.
793. По А. Е. Адамсу (1928), фиксируют 12 час в жидкости Ценкера
с формалином (85 : 15), затем 12—24 часа в жидкости Ценкера без формалина.
Далее помещают на 1 час в дважды сменяемый безводный ацетон, на 20 мин.
в бензол и на 20 мин. в парафин (52°). Срезы поступают в ксилол (10 сек.)г
затем—ацетон (10 сек.), вода (5 сек.), гематоксилин Гарриса без уксусной
кислоты (см. 2045) или 0,05-процентный раствор метиленового синего (5 сек.),
вода (5 сек.), ацетон (10 сек.), ксилол (10 сек.), бальзам.
794. Метод Фиг—Бальцера (по Гадорну, 1932): а) фиксация в жидкости
Ценкера без уксусной кислоты с добавлением избытка кристаллов сулемы,
2 часа.; б) проточная вода, 2 часа; в) обезвоживание в насыщенных растворах
сулемы на 35-, 70-, 96- и 100-градусном спирте (последнего 2 порции), по
10мин.; г) бензол 3порции, по 10мин.; д) бензол—парафин; е) парафин. Для
окраски ядер срезы проводят в дестиллированную воду через бензол и ряд
спиртов, насыщенных сулемой (по 5 мин. .в каждом). Затем прогрессивная
окраска в кислотном ализариновом синем—хромовых квасцах (см. ниже),
до 20 мин. Промывка в проточной воде; цитоплазма остается неокрашенной.

Приживленная окраска
189
Спирты возрастающей крепости, насыщенные сулемой (по 5 мин.), бензол
< 10 млн.), иодбензол (20 мин., 1 раз сменить), заключение в нейтральный
бензол—канадский бальзам. Важно, чтобы во всех спиртах с сулемой прстоянно
имелась нерастворенная сулема. Незаключенные препараты можно
сохранять в концентрированном растворе сулемы.
Для приготовления красящего раствора Гадорн нагревает 100 см8
дестиллированной воды с 5 а хромовых квасцов до приобретения жидкостью
сине-зеленого цвета, затем прибавляет 0,5 а кислотного ализаринового
синего, 15 мин. кипятит на слабом огне и фильтрует. Если берут не
хромовые квасцы/а сернокислый алюминий, то вместо ультрасиней окраски ядер
получают более фиолетово-красный тон (сообщение в письме).
ПРИЖИЗНЕННАЯ ОКРАСКА ЖИРА И КОСТЕЙ. РАЗНОЕ )
795. Для прижизненной окраски жира животное кормят очень жирной
пищей, смешанной с Суданом III или шарлахом; при этом жир, находящийся
в теле, начинает постепенно прокрашиваться. Фиксируют формалином и
приготовляют. Замороженные срезы.
Так же действуют инъекции Судана или шарлаха. Для одной мыши
достаточно, например,. 0,4 см8 обычного спиртового раствора Судана
(Якобшталь, 1909). Скармливание 0,1 а жира, насыщенного Суданом III,
вызывает у мыши уже через 6 час яркокрасную окраску всего жира. Таким
образом, различить при кормлении Суданом жир вновь резорбированный
от существовавшего раньше невозможно (Джоэль и Шёнгеймер, 1924; далее
М. Шмидт, 1924).
796. Прижизненная окраска вещества растущей кости. Уже с давних пор
известна способность краппа (корень Rubia tinctorum) окрашивать ново-
образующуюся кость при кормлении молодых растущих животных (см. 1601).
Так же действует и ализарин, полученный из краппа или приготовленный
синтетически. Готтлиб (1914), Прёлль (1926) и другие получали окраску,
инъицируя ализарин—сернокислый натрий (1-процентный раствор в
физиологическом растворе поваренной соли или в жидкости Рингера, внутривенно,
внутрибрюшинно или внутримышечно). Лучше всего окрашиваются кости
щенят и цыплят. Окрашиваются свободные еще известковые соли новообразую-
щейся кости; клетки и вполне сформировавшаяся костная ткань остаются
неокрашенными.
797. Амилоид можно окрасить прижизненно конго красным и трипа-
новым синим (см. 1575): Трипановый синий окрашивает прижизненно также
грубую эластическую ткань (Герценберг, 1924, 1926).
798. Непрямое прижизненное окрашивание сулъфокислотными
красителями по Карчагу и Паунцу (1923) (например, фуксин S, водяной голубой,
световой зеленый). 2,5-процентный раствор красителей в физиологическом
растворе поваренной соли, вводят подкожно в течение дня. Кролик
переносит на 1 кг веса 5 а фукеина S, 4 а водяного голубого или 3 а светового зеленого.
Органы нарезают на замораживающем микротоме или фиксируют в
формалин—уксусной кислоте, проводят в течение 2—3 дней через спирты и
хлороформ и заливают в парафин. Срезы вначале оказываются неокрашенными или
лишь слабо окрашенными, так как в теле животного молекулы красителя
претерпевают превращение в таутомерную бесцветную карбинольную форму.
Прп многочасовом пребывании срезов в 0,1-процентной соляной кислоте
наступает регенерация карбинолов в окрашенные соединения. В отличие
от неизменных красителей карбинолы обладают способностью к
избирательному окрашиванию. Корчаг и Паунц называют этот метод непрямой
прижизненной окраской. ,

190
Глава XI
799. Прижизненная окраска тиенилхцнолинкарбоновой кислотой по>
Роману (1918). Подкожно или per os дают на 1 кг веса тела по 1 г натриевой
соли тиенилхинолйнкарбоновой кислоты; последняя растворяется в воде-
при нейтральной реакции. При внутривенном или внутрибрюшинном
введении доза меньше (0,4 г). Инъекцию можно несколько раз повторять,
В качестве материала лучше всего использовать кроликов. Уже вскоре после
введения, особенно у эластической ткани, появляется темнофиолетовая
окраска. Менее интенсивна окраска коллагеновой соединительной ткани,
хряща и кости.
Литературу к методике прижизненного окрашивания см.: Мёллендорфу
1920, 1921Ь, 1926; Фонвиллер, 1921, 1928; Р. Келлер, 1930; Гикльгорн, 1931;
Секи, 1933, 1934; В. Беккер, 1936; Кийоно, Сугияма и Амано, 1937, 1938.

Глава XII
ЗАКЛЮЧЕНИЕ ПРЕПАРАТОВ
800. Хотя препараты, обработанные указанными выше методами, можно
изучать в каждой из предшествующих жидкостей, однако для исследования
и сохранения их все же обычно заключают в особые среды. От среды для
заключения требуется, чтобы она сохраняла препарат прозрачным, не вызывая
при этом нарушения структуры и окраски, по крайней мере, в течение срока,
необходимого для исследования. В зависимости т того, смешиваются среды
для заключения с водой или нет, их можно разделить на 2 группы. При'заклю-
чении в среду, -принадлежащую к первой группе, к которой относятся
глицерин, гуммиарабик, левулоза и желатина, предварительно удалять из
препаратов воду не нужно. Напротив, при заключении препаратов в среду из
второй группы, их необходимо сперва тщательно обезводить; сюда относятся
методы заключения в смолы и масла. Кроме того, имеются еще методы
заключения в смолы и смолоподобные вещества, которые позволяют в большей или
меньшей степени избежать употребления спиртов. Выбор метода определяется
целью, которая ставится при изготовлении препарата.
При всех способах заключения нужно избегать включения пузырьков
воздуха. Удаление пузырьков путем надавливания на покровное стекло
препаровальной иглой и т. п. обычно вредит препарату. Очень легкий и надежный
способ удаления пузырьков воздуха даже при заключении в вязкие среды
состоит в том, что препарат непосредственно после покрытия покровным
стеклом помещают в наклонном положении в эксикатор, в течение нескольких
минут выкачивают из него водоструйным^ насосом воздух, который затем
напускают снова.
801. Определение под микроскопом коэффициента преломления. При
заключении бесцветных или прозрачных объектов важно выбрать такую
среду, показатель преломления которой по возможности больше отличался бы
от показателя преломления объекта. С этой целью нужно сперва определить
под микроскопом показатель преломления прозрачного тела. Для этого
существует очень хороший и простой метод, основанный на полном отраже-
нпп. Подлежащий заключению объект помещают в различные жидкости
с известным показателем преломления; затем при увеличении приблизительно
в 500 раз наблюдают, в какую сторону смещается при движении тубуса
светлая линия (Бекке), идущая параллельно краю препарата. При поднятии
тубуса она перемещается в сторону более сильно преломляющей среды. При
равных показателях преломления эта линия исчезает (Талер, 1930, 1931).
Для определения пользуются жидкостями, известными под названием
жидкости для определения показателя преломления».
Хлороформ .....
. л =
1,443
Монобромбензол . . .
п =
1,559
Лавандовое масло .
л =
1,464
Бромоформ . . . . :
л =
1,558
Касторовое масло .
л =
1,478
Коричное масло . . .
п =
1,602
Кедровое масло .
л —
1,503
Монохлорнафталин
п =
1,635
Монохлорбензол . .
л =
1,523
Монобромнафталин . .
л =
1,655
Гвоздичное масло .
л =
1,541

192
Глава XII
СРЕДЫ ДЛЯ ЗАКЛЮЧЕНИЯ ПРЕПАРАТОВ, СОДЕРЖАЩИХ ВОДУ
802. Заключение в глицерин применяют главным образом в тех случаях,
когда срезы перед заключением не должны более входить в соприкосновение
со спиртом, ксилолом и т. п. (например, при заключении замороженных
срезов, которые должны исследоваться на жиры или липоиды, при срезах,
окрашенных красителями, растворимыми в спиртах и т. д.). Для некоторых
исследований (например, при наблюдении неокрашенных препаратов) имеет
значение также и более низкий показатель преломления глицерина (п= 1,456).
Его недостаток состоит в том, что очень многие окраски, в том числе и гема-
токсилиновая, сохраняются в нем плохо.
803. Для заключения находящийся в воде препарат тщательно
расправляют под водой на поставленном наклонно предметном стекле; медленно
вытягивают стекло из воды, придерживая препарат препаровальной иглой,
отсасывают избыток воды фильтровальной бумагой, не прикасаясь к пре-^
парату, наносят на него каплю глицерина и накрывают покровным стеклом,
избегая пузырьков воздуха. Если препарат нужно сохранить, то его
окружают рамкой (см. 814). Следует учитывать, что глицерин притягивает из
воздуха воду.
804. При переносе препаратов непосредственно из воды глицерин
вызывает сжатие. Поэтому нежные препараты помещают сперва в
промежуточные смеси воды с глицерином (например, 5:1, 3 : 1, 1 :1). В
подходящих случаях объект кладут в смесь глицерина и 80-градусного спирта
(1 : 1 или еще более слабую, например, 1 : 3), помещают в эксикатор,
заряженный хлористым кальцием, и дают спирту медленно испаряться до тех
пор, пока препарат не окажется в чистом глицерине.
805. Если безводный глицерин насытить хлористым кадмием при нагре-*
вании, то, после того как избыток соли выкристаллизуется, получается
сиропообразная слабо желтоватая жидкость с показателем преломления около
1,540. Гаммар (1924) рекомендует эту жидкость в качестве среды для
заключения препаратов, окрашенных Суданом или шарлахом, которые желают
использовать для зарисовки или других целей с помощью проекции в
проходящем свете. (При заключении в обычный глицерин оранжево-красная краска
не обнаруживается.) В этой среде окраска сохраняется хорошо.
Величина показателя преломления глицерина может быть повышена
путем насыщения хлоралгидратом или йодистым цинком'
(глицерин—хлоралгидрат /г=1,51; глицерин—йодистый цинк п=1,56). При прибавлении воды
показатель преломления снижается. В смеси глицерина с
дестиллированной водой (1 : 1) л=1,39.
806. Заключение в глицерин—желатину по Е. Кайзеру (1880). 7 г тонкой
желатины размачивают в течение 2 час. в 42 см* дестиллированной воды,
прибавляют 50 г глицерина и 0,5 г кристаллов карболовой кислоты; затем
при помешивании нагревают 10—15 мин. на водяной бане, фильтруют в
горячем виде через стеклянную вату или в воронке для горячего фильтрования
и остужают (п= 1,474).
Киссер (1934) предпочитает глицерин—желатину с меньшим содержа-,
нием воды (50 г желатины, 175 см3 дестиллированной воды, 150 см9
глицерина).
Для заключения помещают небольшой кусочек застывшей массы на
покровное стекло и, осторожно нагревая, расплавляют; затем быстро
переворачивают стекло и накладывают висячую каплю на препарат, где масса
быстро растекается и застывает. Можно также поставить пробирочку с
глицерин—желатиной в теплую воду, -стеклянной палочкой нанести на препарат
несколько капель расплавившейся массы и затем быстро накрыть едч>
покровным стеклом. ... . , .

Заключение: препаратов
193
Препараты можно помещать в глицерин—желатину непосредственно из
е:ды. Лучше же на срез, извлеченный из воды на предметное стекло, нанести
сперва каплю глицерина, затем осторожно, не прикасаясь к срезу, отсосать
последнюю фильтровальной бумагой и лишь потом заключить.в глицерин-
желатину,
807. Большой недостаток карбол—глицерин—желатины состоит в том,
что в ней очень быстро портится ядерная окраска гематоксилином. Чтобы
избежать порчи препарата, зависящей от кислотности среды, В. Гросс (1930)
рекомендует приготовлять глицерин—желатину с прибавлением боратного
буфера.
Вместе с Бюстом я уточнил пропись Гросса, данную им в несколько
сжатой форме, следующим образом. - Так как согласно нашему опыту, борной
кислоты было недостаточно, чтобы предохранить желатину от плесени, то
нужно прибавлять к боратному раствору немного сулемы; 7,0 г тонкой
желатины помещают на холоду в 42 см3 1/5 М боратного раствора (см. ниже);
после набухания ее растворяют на водяной бане. К теплому раствору желатины
приливают 42 см3 глицерина (дважды дестиллированного; уд. вес 1,26).;
после этого жидкость оставляют на водяной бане до тех пор, дока не
получится однородный жидкий раствор. В качестве индикатора к этому теплому
раствору прибавляют 10 капель раствора бромтимолового синего (см. ниже),
вследствие чего^н принимает желтую окраску. Теперь каплями прибавляют,
1 н. NaOH вплоть до ясного перехода желтой окраски в синюю. Таким
путем pH раствора доводят приблизительно до 7,7. Готовый раствор горячим
фильтруют через фильтровальную бумагу в воронке для горячего
фильтрования.
К сожалению, и в забуференной глицерин—желатине ядерная окраска
гематоксилином длительно не сохраняется (Ромейс).
Приготовление */а М боратного раствора: 1,24 г
кристаллической борной кислоты растворяют в 10 см3 1 н. NaOH и доливают
до 100 см3 дестиллированной водой. Добавляют 0,1 см3 концентрированного
раствора сулемы (см. выше).
Приготовление 1 н. NaOH см. 1159.
Приготовление раствора бромтимолового
синего: 0,1 г бромтимолового синего растворяют в 3,2 см31/20 н. NaOH;
затем прибавляют дестиллированной воды до 250 см3.
808. Вместо глицерина употребляют также насыщенный водный раствор
уксуснокислого калия, который в большинстве случаев действует на
каменноугольные красители слабее, чем глицерин. О. Шультце (1907) рекомендует
смесь равных частей уксуснокислого калия, метилового спирта и воды
72=1,370).
809. Во многих случаях хорошей жидкостью для заключения
оказывается лактофенол (Аманн, 1896). Для ее приготовления смешивают 20 г
химически чистой кристаллической карболовой кислоты, 20 г молочной
кислоты (уд. вес 1,21), 10 г глицерина (уд. вес 1,25) и 20 а дестиллированной воды.
1месь сохраняют в коричневой склянке (л=1,44). Тотальные препараты
например, насекомых, мелких червей и т. п.) можно прямо помещать в смесь;.
резы переносят из воды через постепенно повышающиеся концентрации
-актофенола, как в 804. После окраски гематоксилином лактофенол не
рекомендуется.
810. Аманн предлагает в качестве жидкости для заключения материала,
:: держащего хлорофилл, следующий состав: 0,2. г кристаллической хлори-
:тс5 меди, 0,2 г уксуснокислой меди (GuC4Hc04), 95 см3 дестиллированной
г:дк и 5 г лактофенола^. В этой жидкости хорошо сохраняется зеленая окраска..
811. Для специальных целей, например при окраске амилоида, препа-
:аты из воды заключают в леву лозу. Растворяют 30 г фруктового сахара
-: Б. Ромейс

№
Глава XII
в 20 см? воды и оставляют для сгущения на 24 часа при 37°. Раствор, в конце
концов, должен стать совершенно плотным. Сироп постепенно делается
твердым; на окраску кармином и анилиновыми красителями он не влияет,
окраска же гематоксилином через некоторое время разрушается. Сходно ведет себя
предложенный Геринга (1928) очень хороший желатиновый бальзам (см. 475);
/г=1,464.
812. Весьма рекомендуется для заключения гумми-сироп по Апати (1892).
50 а тщательно отобранных совершенно чистых и бесцветных кусочков
гуммиарабика и 50 а обыкновенного тростникового сахара растворяют в 50 см?
дестиллированной воды на водяной бане. Затем прибавляют 0,5 г тимола или
1 см? формалина. В такой быстро затвердевающей массе очень хорошо
сохраняются препараты, окрашенные метиленовым синим и многими другими
каменноугольными красителями. Также и препараты, окрашенные
судан—гемалауном, по моим наблюдениям, сохраняются в гумми-сиропе лучше, чем
в глицерине или глицерин—желатине; л=1,524.
813. Среда для заключения по Фарранту: 30 г тонкого гуммиарабика
растворяют на холоду в 30 см? дестиллированной воды. К этому раствору
прибавляют 30 см? глицерина, в котором -растворен 0,1 з мышьяковистой
кислоты; затем добавляют немного камфоры.
814. Окантовка. Препараты, которые заключают в жидкую незатвер-
девающую среду, должны быть окантованы. Для этого важно, чтобы
жидкость для заключения не выступала за края покровного стекла, так как
в смоченных ею местах масса, служащая для окантовки, не пристает к
поверхности стекла. Если это все же произойдет, то избыток жидкости нужно
осторожно удалить при помощи фильтровальной бумаги и соответствующего
растворителя. (Отсасывают фильтровальной бумагой, а затем осторожно
вытирают тонкой тряпочкой, смоченной соответствующим растворителем,
например при глицерине абсолютным спиртом.)
Нейман и Губер (1927) для удаления глицерина, выступившего вакрая
покровного стекла, посыпают его тонким порошком трагаканта, который
в короткое время соединяется с глицерином в клейкую массу. Через 2—3 дня
ее удаляют, срезая острым ножом.
Способ с трагакантом лучше старого метода присыпания окисью свинца.
Хорошая окантовка покровного стекла на постоянном препарате,
заключенном в водную среду, должна обладать следующими свойствами: хорошей
когезией й адгезией, устойчивостью по отношению к кедровому маслу и
бензину, стойкостью к высокой температуре и влажности; она не должна
значительно выступать над уровнем стекла, не должна выделять кислот и
портиться со временем. Окантовка должна быстро высыхать и легко очищаться;
материал для нее должен быть дешевым (Камптнер, 1936). Этим условиям
лучше всего удовлетворяют методы, изложенные ниже (см. 815 и 816).
815. Окантовка канадским бальзамом (цедаксом и т. п.) по Целлеру
(1942). Этот изящный способ, как я~мог убедиться, оказался весьма
подходящим для заключения препаратов в среды, содержащие глицерин 1или воду,
так что я могу его рекомендовать.в первую очередь. Для получения хорошего
.результата необходима чистота работы и некоторая сноровка.
Методика: а) препарат, подлежащий заключению, расправляют
на маленьком покровном стекле (например, 9х 18 или 18 X18 мм) и покрывают
средой для заключения (глицерин, глицерин с водой и т. п.); б) пинцетом для
покровных стекол быстро переворачивают покровное стекло так, что срез
со средой оказывается вниау. Стекло со срезом накладывают на второе
покровное стекло большего формата (например, 24x26 или 24x36 мм), которое со
всех.сторон значительно выступает за пределы малого стекла. Количество
среды для заключения важно соразмерить так,, чтобы она как раз заполнила
пространство между малым и большим покровными стеклами, а срез рри этом

Заключение препаратов
195
был бы плотно зажат между обоими покровными стеклами. Если среда
выступает за края, ее следует начисто отсосать отвесно поставленной полоской
фильтровальной бумаги; в) на чистое предметное стекло нацосят 2—3 капли
канадского бальзама и равномерно размазывают его по площади, несколько
меньшей, чем поверхность большего покровного стекла; г) покровные стекла
захватывают пинцетом и переворачивают так, чтобы меньшее покровное стекло
было обращено вниз; д) оба покровных стекла, которые в силу капиллярности
промежуточной среды прочно пристали друг к другу, закладывают горизон*
тально на слой бальзама так, чтобы поверхность канадского бальзама одно-*
временно соприкоснулась со всей поверхностью покровных стекол.
Таким образом, среда для заключения оказывается герметически
замкнутой под меньшим покровным стеклом и окружена широкой зоной бальзама.
Готовый препарат очень удобно рассматривать и под иммерсией, так как после
затвердения бальзама иммерсионное масло легко смывается ксилолом или
бензолом без повреждения препарата.
816. Окантовка эмалевым лаком по Яамптнеру (1936). На покрытый
предметным стеклом препарат наносят акварельной кисточкой эмалевый лак
таким образом, чтрбы его полоски заходили ва края покровного стекла на
1—2 мм. Само собой понятно, что поверхность стекла должна быть чистой
и сухой. Через несколько дней следует нанести полоски вторично. Кисточку
сразу после употребления следует вытереть обумагу и отмыть в хлороформе.
Камптнер рекомендует быстро высыхающий белый эмалевый лак.
По Камптнёру, очень хорошая твердая масса для окантовки получается, если
перед самым употреблением добавить к обычному бесцветному янтарному
лаку некоторое количество цинковых белил. Смесь каждый раз нужно делать
свежей, так как она очень быстро затвердевает. Для приготовления смеси на
кусочек пергаментной бумаги помещают лак в количестве, необходимом дли
употребления, и рядом цинковые белила. Затем растирают (например,
спичкой) цинковые белила с лаком, беря их в таких соотношениях, чтобы
получилась однородная непрозрачная, хорошо размазывающаяся желтоватая*
масса. Употребление смеси, как указано выше. Обе прописи давали мне
отличные результаты.
817. Окантовка целлулоидом. Мак-Клунг рекомендует раствор
целлулоида в ацетоне. Массу, которая не должна быть слишком густой, наносят
кпсточкой, как указано в 816 (кисточку моют в ацетоне). Она быстро
затвердевает, но пристает -лишь в том случае, если поверхность стекла была
совершенно сухой. Однако и при этом через некоторое время рамка часто отстает.
Другой недостаток метода состоит в том, что ряд красителей настолько сильно
извлекается растворителем, входящим в состав рамки, что в конце концов
рамка оказывается окрашенной, а препарат более или менее обесцвеченным.
818. Рюитер (1934), используя свойство желатины с бйхроматом калий
терять под действием света растворимость, получает хорошую и прочную
: кантовку. 20 г желатины в 100 см9 воды, насыщенной тимолом, разжижают
на водяной бане или в термостате (38°); затем прибавляют 10 см3
5-процентного раствора бихромата калия и хорошо размешивают. Раствор, застывший
I гель, сохраняют в темноте. Перед употреблением нужное количество
разжижают при 37°. Окантовку производят кисточкой, после чего рамку оставля-
э:г сохнуть на свету при комнатной температуре. После высыхания
окантовка легко выдерживает Чистку покровного стекла хлороформом и т. in
819. Употреблявшиеся прежде массы Дйй окантовки, состоявшие"
: г.тыпей частью из смеси воска й смол, имеют тот недостаток, что их нужйо
ziz::zTb-fi горячем виде; рамки получаются обычно толстре, грубые,
2Z гненем часто становящиеся менее плотными, и, кроме того, неустойчивыми
г: отношению к маслу, бензину и т. д. Обычно их нужно еще лакировать
:и. S21). Из них лучшей массой является введенная Дю Нуае (1918) смесь.
13*

1%* а в а XII
ланолина.с канифолью, Онахорощо защищает, устойчива и не становится
хрупкой> Эта прочная.смоляная масса приготовляется следующим образом*
20 -частей безводного, ланолина сначала для изгнания возможных остатков
воды умеренно нагревают в ^фарфоровой чашке в течение 15—30 мин. IloonQ
ртого прибавляют по кусочкам 80 частей канифоли и все вместе растирают
в однородную прозрачную желто-коричневую массу (осторожно,, огнеопасноI).-
Для хранения ее разливают в маленькие жестяные коробки (например, ста-*
рые коробки из-под папирос), где она и застывает. Для окантовки нагревают
стеклянную палочку, прямоугольно изогнутую металлическую проволоку
или треугольный шпатель для окантовки, которыми отделяют небольшое
количество массы и наносят сперва по маленькой капле на 2 угла покровного
стекла, чтобы зафиксировать его положение. Затем края покровного стеющ
заделывают непрерывной хорошо обрамляющей рамкой; при этом лучшр
проводить шпателем в направлении от покровного стекла к предметному,:
Шпатель для окантовки следует .хорошо нагревать. Однако нагревание
не должно быть слишком сильным, так как в противном случае смоляная масса
вызовет выбрызгивание жидкости, служащей для заключения, и на
поверхность покровного стекла попадут капельки смолы. При небольшом опыте
надлежащая степень нагревания достигается без труда. Если до окантовки
избыток глицерина удалялся трагакантом по 814, то выбрызгивания почти
никогда не происходит.
820. Если препараты рассматривают сразу же и желают сохранить
лишь в течение нескольких дней, то можно использовать для окантовки
тонкие восковые свечи. Свечу зажигают, затем сразу гасят; двумя маленькими
каплями воска, нанесенными на противолежащие углы, фиксируют
покровное стекло. Стекающий расплавленный воск быстро размазывают фитиле^
вдоль краев покровного стекла, покрывая его вместе с прилегающими
частями предметного стекла полосками шириной 0,5 см. Если препарат должен
сохраняться более продолжительное время, то восковую рамку нужно
покрыть лаком (см. 821). .
821. Для лакировки восковых рамок рекомендуются различные лаки:
янтарный, асфальтовый и гримировочный. Можно также употреблять
сиропообразной консистенции раствор канадского бальзама на скипидаре. Лучше
всего—настоящий янтарный лак.
822. Заключение в желатину. Для того чтобы заменить покровные стекла
и канадский.бальзам более дешевым материалом, Эдингер (1913) помещает
подлежащие заключению срезы в 10-процентный раствор тонкой
фотографической желатины, к которой прибавляет 2% глицерина. Затем он кладет срезы
на предметное стекло, политое до этого слоем той же уже немного
застывшей желатины. Здесь срезы опять поливают желатиной. Все эти процедуры
проделывают на приборе, служащем для подогревания тарелок, при
температуре около 40°, Готовые, вначале еще непрозрачные срезы охлаждают,
погружают на 0,5 часа в 10-процентный раствор формалина, вследствие чего клей
делается нерастворимым в воде, и высушивают. Срезы при этом становятся
такими же прозрачными, как в канадском бальзаме. Покрывающий слой
становится твердым, как камень, и настолько тонким, что допускает
использование масляной иммерсии. Способ этот годен при окрашивании мякотных
оболочек (препараты по Марки) и аргирофильных волокон при окрасках
кармином, гематоксилином и Суданом, но зато неприменим при всех
растворимых в воде анилиновых окрасках. Раствор желатины (не нагревать свыше
45°) следует каждый раз приготовлять заново, так как при многократном
нагревании она переходит в другую модификацию, приобретающую
способность, растрескиваться (л = 1,542). Об использовании для покрывания
больших препаратов целлофана см. 95. О заключении в желатиновый бальзам по
Геринга и Берге см. 475.

Заключение препаратов {97
ЗАКЛЮЧЕНИЕ В СМОЛЫ И МАСЛА
Обезвоживание препаратов
823. Наиболее часто производят заключение в смолы, которые наносят
на срез в растворенном виде; после испарения растворителя они затвердевают»
Предварительным условием для заключения в смолы является полное обез-
ыжпвание препарата. После спиртовых окрасок обезвоживание препаратов
:5ычно производят спиртами постепенно нарастающей крепости (спиртовый
ряд), проводя, например, через 60-, 80- и 96-градусные спирты по 1—2 мин.
в каждом. Наконец препараты переносят на 3—5 мин. в 2—3 порции
абсолютного спирта, где они отдают последние следы воды. Затем для удаления
спирта их проводят через 2—3 порции чистого ксилола или толуола, после
чего они уже готовы к заключению в одну из смол (см. 837).
824. Если обезвоживание проделано недостаточно тщательно, то при
перенесении предметного стекла в ксилол появляется беловатое помутнение.
В таком случае препарат нужно положить обратно в новую порцию абсолют^
ного спирта. Нужно, конечно, следить, чтобы перед переносом в ксилол на
верхних краях предметного стекла, обычно торчащих из жидкости, также "не
было следов воды. Предметные стекла следует всегда переносить в различные
жидкости по одному. Начинающие часто переносят стекла парами,
приложенными спинка к спинке; этого необходимо избегать, так как жидкость,
находящаяся между стеклами, не может быть вытеснена достаточно полно.
825. Спирты и ксилол должны быть свободны от вредных примесей.
Денатурация бензином (см. 386) не мешает. Спирты следует чаще сменять.
Использованные жидкости можно собирать и снова очищать по 384. При этом
рекомендуется обрабатывать их отдельно, не смешивая с жидкостями, идущими на
обезвоживание и заливку фиксированных препаратов, так как последние
содержат много жира.
826. Дран (1912) рекомендует в качестве заменителя толуола или ксилола
тетралин. Я не могу присоединиться к положительной оценке Драна. Слабая
летучесть неприятно пахнущего тетралина делает его очень неприятным
и при таком использовании (см. 411).
827. В известных случаях приходится отступать от способа
обезвоживания, изложенного в 823. При выборе надлежащего способа, в основном, нужно
учитывать следующие возможности: а) окраску нарушают слабыми
спиртами; пользуются способом по 828\ б) окраску нарушают крепкими спиртами;
поступают по способу, описанному в 831. То же самое—и при необходимости
избежать действия абсолютного спирта на заливочную среду среза
(целлоидин, желатина); в) окраску нарушают любым спиртом; обезвоживают по
834] г) если нужно избежать крепкого спирта, ксилола и т. п., то используют
методы по 836 или 850.
828. В олучаях, когда нужно избегать употребления слабых спиртов,
предметное стекло из воды помещают препаратом вверх на фильтровальную
оумагу, покрывают его 5—6 полосками фильтровальной бумаги и обсушивают,
доглаживая пальцем и слегка надавливая. Затем полоски осторожно
поднимают и обсушенный, но еще несколько влажный препарат помещают в
96-градусный или абсолютный спирт. (Этим способом пользуются, например, при
:краске пикрофуксином, см. 709.)
829. Полоски фильтровальной бумаги следует делать из гладкой, неволо-
кнпстой, так называемой шведской фильтровальной бумаги. Пунктирная или
долосатая фильтровальная бумага не.годится. Для обыкновенных предметных
:текол рекомендуются полоски размером 4x9 см.
830. Заключение неприклеенных срезов. Неприклеенные срезы
(замороженные или целлоидиновые) при помещении в крепкий спирт и, т. нелегко,

198
Глава XII
становятся волнистыми, складчатыми или хрупкими. Чтобы избежать этого,
поступают следующим образом: а) препараты после окраски переносят
стеклянной палочкой из воды в чашечку с 70- и 80-градусным спиртом; при
этом их расправляют; б) извлекают на предметное стекло, накладывают
несколько полосок фильтровальной бумаги и обсушивают, слегка надавливая;
сразу после этого наносят каплями 96-градусный спирт так, чтобы он покрыл
все предметное стекло, 3 мин.; в) сливают спирт и обсушивают. Капают карбол-
ксилол (см. 831) или бензилбензоат—карбол-ксилол (см. 1858). Дают ему
стечь и наливают его еще раз, 3—5 мин.; г) сливают и капают чистый ксилол
(1 раз сменяют), 5 мин.; д) сливают; обсушивают фильтровальной бумагой
и сразу наносят каплями бальзам. Покровное стекло.
Отдельные жидкости лучше всего держать в капельницах (см. рис. 16,
623). Чтобы избежать отекания жидкости, предметные стекла кладут на ста^
канчик для окраски без крышки (см. рис 11, 519). Вращая последний, легко
придать плоскости предметного стекла приблизительно горизонтальное
положение. Бели препараты склонны всплывать, то перед их извлечением на
предметное стекло на нем растирают 1—2 капли белка с глицерином.
831. Устранить абсолютный спирт можно различным способом. Очень
употребителен карбол-ксилрл\ препараты можно переносить в него из 901
или 95-градусного спирта, так как карболовая кислота воспринимает следы
воды и благодаря этому обезвоживает срезы. После того как препарат
полностью пропитается, перед заключением.в бальзам целесообразно удалить
карболовую кислоту проводкой через ксилол.
Для приготовления карбол-ксилола употребляют карболовую кислоту
в кристаллах. Обычно указывают очень высокую концентрацию раствора
(например, 10 г фенола на 30 см3 ксилола). Я лично, щадя препараты и пальцы,
предпочитаю более слабйе~ концентрации (10 г фенола на 100 см3 ксилола),
но зато чаще обновляю раствор. (О бензилбензоат—карбол-ксилоле см. 1858.)
Помимо целлоидиновых срезов карбол-ксилол употребляют также для
заключения в бальзам .ненаклеенных желатиновых замороженных срезов,
которые при обезвоживании в' абсолютном спирте сильно сморщиваются
чи становятся очень.хрупкими.
Вместо карбол-ксилола используют еще смесь 96-градусного спирта
с бензолом (см. 370). Препараты, обработанные карбол-ксилолом, не годятся
для наблюдения в поляризованном свете.
Если ровное расправление целлоидинового среза затруднительно, то
извлеченный на предметное стекло срез покрывают на короткий срок
абсолютным спиртом и тем самым размягчают целлоидин.
832. Целлоидиновые срезы, у которых целлоидин^олжен остаться нерас-
творенным, обезвоживают безводным пропиловым спиртом (или изопропило-
вым спиртом), из которого переносят, как обычно, в ксилол. Можно также
употреблять бутиловый или изобутиловый спирт.
833. Для ненаклеенных, а также для замороженных срезов можно
особенно рекомендовать терпинеол. Срезы предварительно обезвоживают в 90-
градусном спирте, в котором они не сморщиваются и хорошо расправляются.
Отсюда их переносят в терпинеол. В случае необходимости их можно
перенести в него даже из 80-градусного спирта (см. также 834). Прозрачная, как
вода, приятно пахнущая жидкость не оказывает вредного действия даже на
нежные, чувствительные окраски (П. Майер, 1910). Помещенные в жидкость
срезы сперва плавают на поверхности, затем постепенно погружаются.
Целлоидин в терпинеоле не растворяется. Препараты через 5—10 мин. можно
перенести в чистый ксилол. Возможно также непосредственное заключение в
терпинеол, у которого показатель преломления несколько меньше, чем у
канадского бальзама (п = 1,483). В этом случае готовые препараты окантовывают
по 815—819. "

Заключение препаратов
199
Употребляют безводный химически чистый терпинеол.
$34. Если препараты подсушить фильтровальной бумагой, как указано
s i28, то их можно перенести из воды сразу в терпинеол (Фолькман, 1932).
Уже через несколько минут препараты становятся прозрачными и их
переносят в ксилол. Для ускорения обезвоживания в терпинёоле их следует
почаще пошевеливать. Затем терпинеолу дают хорошенько стечь, помещая
предметное стекло в пустой стаканчик для окраски, и проводят через
2—3 порции ксилола.
835. Полное исключение спирта возможно при употреблении ацетона.
Препараты (если возможно, обсушенные) переносят на короткое время в
чистый ацетон, затем в ацетон—ксилол 3:1, 1:1, 1:3 и, наконец, в чистый
ксилол. Смесь ацетона с ксилолом вводят для того, чтобы по возможности
сократить пребывание препарата в ацетоне, который также часто вытягивает
окраску. Ацетон должен быть совершенно чистым и без следов кислоты
(см. 217).
836. Диоксан тоже допускает исключение спирта, так как смешивается
с водой и с ксилолом в любых отношениях. Поэтому препараты можно
переносить прямо из воды в диоксан, а из диоксана в ксилол. При этом следует
учитывать, что большинство каменноугольных красителей, употребляемых
в микротехнике, нерастворимо в безводном диоксане, но очень легко
растворяется в нем уже при незначительном прибавлении воды. Поэтому,
во избежание возможной потери окраски, препараты при переносе в диоксан
предварительно обсушивают по 828 и из первой порции диоксана быстро
переносят во вторую.
Так как диоксан растворяет и канадский бальзам, то можно в случае
надобности исключить, кроме спирта, также и ксилол; для этого препараты
прямо переносят из воды через диоксан в бальзам.
Заключение в смолы или масла
837. Для заключения обезвоженного препарата лучше всего употреблять
цедакс; это синтетически получаемый продукт, совершенно нейтральный,
светлопрозрачный, с показателем преломления 1,55. Для заключения
препаратов, окрашенных чувствительными к кислоте каменноугольными красите^
лями, цедакс благодаря своей нейтральной реакции значительно более
пригоден, чем канадский бальзам, который всегда содержит кислоту и даже после
нейтрализации снова постепенно приобретает кислую реакцию (Домагк, 1933).
Бальзам должен иметь консистенцию свежего меда. Слишком густой цедакс
легко снова привести к надлежащей концентрации, прибавив немного ксилола.
При заключении предметное стекло со срезом вынимают из ксилола или
толуола, дают жидкости быстро стечь и помещают в горизонтальном положё-
нпп на соответствующую подкладку (полоски фильтровальной бумаги,
крышка коробки и т. п.). Затем на препарат наносят несколько капель цедакса и,
избегая образования пузырьков воздуха, покрывают тщательно
вычищенным покровным стеклом. Не следует при этом дышать на препарат, ибо
оседающая влага может дать нежелательную муть. Количество бальзама нужно
соразмерить так, чтобы он как раз заполнил пространство между покровным
п предметным стеклами.
С течением времени растворитель бальзама испаряется и покровное стекло
zz :чно приклеивается к предметному. Если через,несколько недель окажется,
тт: бальзам не полностью заполняет пространство .между стеклами, то на
:: .пгтетвующий край покровного стелка наносят новую каплю цедакса,
к:: :ьд п проникает в щель. Этому можно помочь, легким нагреванием.
Чтсэы сгладить возможные неровности среза и сделать слой бальзама
еозможно более тонким, что часто бывает полезным для сохранения окраски,'

200
Глава XII
на покровное стекло после заключения препарата кладут на 1—2 дня
маленький свинцовый груз. Для ускорения затвердевания препараты с грузом
можно также поместить на несколько дней в термостат (около 37°).
Более крупные целлоидиновые срезы легко становятся несколько
волнистыми; чтобы их выравнять, можно после заключения препарата сдавить его
бельевыми зажимами (Петерсен, 1929).
Препараты, заключенные в цедакс, должны быть совершенно ясными
и прозрачными. Появление беловатых, молочного цвета пятен или
помутнения объясняется загрязнением веществами, содержащими воду. В таком
случае нужно снять покровное стекло и растворить канадский.
бальзам; для этого препарат помещают в ксилол, после
чего его еще раз обезвоживают абсолютным спиртом.
838. Грот (1939) рекомендует в качестве совершенно
нейтральной среды для заключения искусственную смолу,
называющуюся невиллитом V (л= 1,544; точка
плавления 145—155°, поэтому смола очень удобна для
проекционных препаратов!). Лучше всего ее употреблять в
60-процентном растворе на толуоле.
839. Для хранения бальзама пользуются широкогор-
лыми склянками, закрывающимися притертыми
колпачками (рис. 17). Поверхность шлифа слегка смазывают
.рис. 1'/. склянка т->
для канадского глицерином. Внутри склянки находится тонкая стеклян-
бальзама. пая палочка, посредством которой извлекают бальзам
- по капле.
840. Природный канадский бальзам (п = 1,541—1,547) продается в виде
сиропа или в кусках. В последнем случае к некоторому количеству сухой
смолы прибавляют чистого ксилола в количестве, достаточном для получения
раствора с консистенцией жидкого меда. Растворение идет довольно медленно,
но его можно ускорить,, поставив хорошо закрытую склянку с бальзамом
в термостат. Помутнение, появляющееся иногда при прибавлении ксилола,
снова исчезает при полном растворении. Обычный канадский бальзам
оказывается вредным для многих окрасок из-за своей кислой реакции. Лучше всего
употреблять нейтральный канадский бальзам.
841. Канадский бальзам добывается в виде жидкой смолы, имеющей
кислую реакцию. Для нейтрализации такой природный канадский бальзам
разжижают путем нагревания и прибавляют к нему немного углекислого калия
в порошке; затем, помешивая, нагревают на песочной бане до тех пор, пока
капля, нанесенная на предметное стекло, не будет застывать при охлаждении
в твердую, как стекло, массу. (Способ по Колюччи.) Мак-Клунг для
нейтрализации кислоты прибавляет в склянку с канадским бальзамом немного
углекислого натрия.
842. Выцветание нестойких препаратов после заключения в ксилол-
канадский бальзам неоднократно объясняли остатками ксилола. Чтобы
избежать выцветания предлагались различные другие растворители. Р. Кра^
узе (1926) рекомендует в качестве наилучшего^ растворителя терпинеол
(терпинеол—канадский бальзам). Высушенный нейтральный канадский
бальзам проще всего удается растворить в терпинеоле, если его поставить
в хорошо закрытой склянке в парафиновый термостат; растворение требует
многих дней.
843. Ланжерон (1925) рекомендует заключать в сухой канадский
бальзам по П. Массону. При использовании этого метода окраска должна
отлично сохраняться. Поступают следующим образом.
а. Окрашенные, обезвоженные и пропитанные ксилолом препараты
.сперва помещают на 1—2 мин. в разведенный раствор канадского бальзама
(1 часть природного канадского бальзама растворяют в 5—6 частях кСилола).

Заключение препаратов
201
При окрасках кислотным фуксином и т. п. этот раствор насыщают
салициловой кислотой.
б. Препараты извлекают, сливают с них жидкость, кладут горизонтально
я, предохранив от пыли, высушивают при комнатной температуре или в
термостате. Прецарат сохнет до тех пор, пока покрывающий препарат тонкий
слой бальзама не затвердеет настолько, что его уже нельзя поцарапать ногтем.
После этого на покровное стекло наносят несколько капель натурального
сиропообразного канадского бальзама,- не разбавленного ни ксилолом, ни
толуолом, и накладывают стекло на препарат. Наконец, для распределения
густого бальзама препараты помещают в термостат или на согревательный
столик и прижимают гирькой в 20 г или чем-либо подобным.
844. Салициловокислый бальзам представляет собой канадский бальзам,
к 10 см3 которого прибавлена «на кончике ножа» порядочная порция
салициловой кислоты (Массой, 1923).
845. Даммаровая смола, как и канадский бальзам, уступает цедаксу.
Для приготовления чистого, годного к употреблению даммарлака продажная
даммаровая смола (так называемая однократно очищенная) должна быть
очищена (п = 1,540).
Для этой цели можно пользоваться указаниями Петерсена (1929), а
именно: 100 г хорошей даммаровой смолы заливают в 2-литровой колбе 1 л хорошо
очищенного ксилола. Положив несколько камешков для кипячения, кипятят
в течение 1 часа на песочной бане при 140° с обратным холодильником. После
охлаждения прибавляют 3—4 г порошкообразного животного угля и
энергично взбалтывают. Затем черную жидкость распределяют на нескольких
смоченных ксилолом складчатых фильтрах. Довольно быстро фильтрующиеся
жидкости соединяют вместе и еще раз пропускают через один фильтр.
Ставший теперь совершенно прозрачным желтоватый раствор, удаляя избыточный
ксилол осторожной дестилляцией, сгущают до 200 см3 и снова'фильтруют.
(Нагревают на песочной бане при надетом холодильнике; чтобы ускорить
кипенье, в раствор кладут несколько стеклянных капилляров. Ксилол дестил-
лируют при 132°. Первую отгонку, содержащую различные примеси,
выбрасывают.) Если желательно дальнейшее сгущение даммарлака, то раствор ставят
на некоторое время в эксикатор, заряженный парафиновыми стружками,
и эвакуируют.
846. Сгущенное кедровое масло, употребляющееся для наблюдения
с иммерсиями, обладает как. среда для заключения хорошим показателем
преломления, (л = 1,515) и дает возможность исключить ксилол в качестве
растворителя. Необходимо обращать внимание на то, чтобы слой масла был,
по возможности, более тонким. Тогда он довольно быстро уплотняется
настолько, что Вполне прочно удерживает покровное стеклышко.
Кедровое масло очень хорошо сохраняет некоторые нестойкие окраски, например
окраску по Гимза. Так же хорошо сохраняются в нем и осмированные
препараты.
847. Так называемое сгущенное кедровое масло (в виде
общеупотребительного иммерсионного масла) не следует смешивать с гораздо более
жидким обычным кедровым маслом, которое применяют для пропитывания
препаратов при заливках или при масляно-целлоидиновой технике. Отличить один
•эрт масла от другого очень легко. Для этого нужно смешать в пробирке пару
г£лель масла с таким же количеством абсолютного спирта^ сгущенное масло
£зу же даст хлопьевидное молочное помутнение, тогда как обычное масло
lir-r совершенно прозрачную смесь.
:4S. Терпинеол также можно рекомендовать как среду для заключения.
:i :гикпм исключением, он не оказывает вредного действия даже на нежные
:"£::-ог. Показатель преломления у него несколько меньше, чем у канадского
5гльгама (п = 1,483). Можно употреблять также бензиловый спирт (п = 1,541)/

202
Глава XII
Препараты, импрегнированные . серебром, заключать в терпинеол не
следует, так как они могут в нем (по моему опыту) выцвести уже через
несколько недель.
При последних из упомянутых выше сред для заключения целесообразно
юкантовывать препараты по 815—821 щ
849. Для осмированных препаратов, чернение которых должно быть
сохранено, особенно пригодно парафиновое масло (и = 1,482); препараты
в него переносят из ксилола, из толуола или терпинеола. После этого делают
рамку (см. 815 или 818). В парафиновом масле хорошо сохраняются также
окраски азур—эозином, тионином, толуидиновым синим и сходными
красителями.
850. Препараты, при заключении которых нужно избегать как крепкого
спирта, так и ксилола и т. п., можно из 80-градусного спирта перенести в эупа-
раль, являющийся смесью паральдегида, эвкалиптового масла, камсаля и
сандарака (точный состав смеси не выяснен). Показатель преломления
жидкого эупараля равен 1,483; после затвердения п = 1,535 (П. Майер).
В эупарале должны, повидимому, хорошо- сохраняться и нестойкие окраски
(например, окраска по Гимза).
851. Сходна с эупаралем смесь сандарака с диоксаном (Мак-Клунг, 1938),
в которую заключают препараты, взятые прямо из спирта или диоксана, без
проведения через другие промежуточные жидкости. Смесь сохнет быстро
и становится светлой и прозрачной. Показатель преломления несколько ниже,
чем у канадского бальзама.
Для приготовления смеси выбирают чистые куски сандарака и
растворяют их в диоксане; раствор фильтруют и концентрируют. После этого
к- 9 частям концентрата прибавляют 1 часть камсаля, фильтруют и
уплотняют. Камсаль представляет собой смесь камфоры и салола (фениловый
эфир салициловой кислоты) в соотношении, при котором некоторое
количество камфоры остается нерастворенным.
- 852. Просветление и заключение очень толстых срезов. Для очень толстых
срезов (например, до 500 р. и более, иногда до 5 мм) Аурелль (1942) рекомент
дует смесь канифоли с алькарином (п = 1,677). Последний представляет
собой синтетическую смолу, выпускаемую Грюблером. Чаще всего
ограничиваются следующими двумя смесями.
а. Среда для заключения сл = 1,559; светлой лучшей канифоли 90 г,
алькарина 10 г. Растворяют в монобромбензоле. Смесь пригодна прежде всего
для препаратов «эпителиальной группы», к которой относятся печень, почки,
легкие, семенники, придатки яичка, селезенка, а также гладкие и
поперечнополосатые мышцы, показатель преломления которых лежит между 1,556 и
1,560. Мозг (л = 1,555) также можно заключать в эту смесь.
б. Среда для заключения с л = 1,552; канифоли 95,4 г, алькарина 4,6 г.
Раствор в нитробензоле. Смесь годится для препаратов
«соединительнотканной группы» (соединительная ткань собственно кожи, сухожилия, выйная
связка, а также мышечная оболочка матки).
Отвешивают оба сорта смолы, перемешивают их и затем растворяют
в соответствующей жидкости (можно при 37—40°) до густой сиропообразной
консистенции. .
Заключение производят следующим образом: препараты нарезают
бритвой или замораживающим микротомом на срезы желательной толщины и
окрашивают в соответствии с поставленной целью (например, 1 час в гематоксилине
Эрлиха, дифференцировка в солянокислом спирте до обесцвечивания
соединительной ткани, затем 1 чао в аммиачном 95-градусном спирте; или окраска
в квасцовом кармине и дифференцировка в спирте). После окраски
обезвоживают в спиртах возрастающей крепости, проводят через бензол, обсушивают
фильтровальной бумагой и помещают в соответствующий растворитель

Заключение препаратов
203
смоляной смеси; Срезы толщиной свыше 1 мм перед заключением помещают
еще на 1—3 дня в соответствующую смоляную смесь. Наконец препарат
покрывают, прижимают свинцовым грузом и ставят на несколько дней в
термостат, причем испарившийся растворитель необходимо заместить смоляной
смесью, которую наносят у края покровного стекла.
Некоторые органы, как печень, селезенка, после фиксации следует
тщательно отбелить перекисью водорода. Может потребоваться также
предварительное удаление гликогена и желчного пигмента.
По Ауреллю (1942), при этом способе устраняются различные недостатки,
которые были присущи ранее опубликованному им методу (1938), например
дальнейшее потемнение.
853. Хранение микроскопических препаратов. При хранении готовые
препараты должны быть защищены от света и пыли. Наиболее целесообразно
для этого пользоваться обычными коробками для препаратов с зубчатыми
деревянными рейкамп; в них можно поставить до 100 предметных стекол. Эти
коробкп легко располагать в определенном порядке, и они надежнее
предохраняют от пыли, чем ящики с горизонтально лежащими папками. Последние,
кроме того, менее доступны и занимают больше места. Наименее экономны
шкафы для препаратов с выдвижными ящиками.
О простой и удобной шрепаратотеке», которую каждый может себе легко
сделать, см. Якоб (1943).
Для переноса гистологических срезов о разбитого предметного стекла на
новое, по Петри (1942), поступают следующим образом: а) удаляют покровное
стекло и канадский бальзам, помещая препарат в ксилол. Затем для
укрепления разбитого предметного стекла его покрывают с нижней стороны лаком;
б) асболютный спирт; в) препарат вынимают из спирта, дают спирту испариться
настолько, чтобы срезы стали матовыми (но не высушивать их!); г) наносят
каплями жидкий лак для гистологических целей. Высушивают до
образования твердой пленки (около 10 час); д) после того как пленку в одном месте
отделили от стекла, предметное стекло помещают в дестиллированную воду.
Через 1—2 часа пленку можно снять со стекла целиком со всеми срезами;
е) высушивают пленку между фильтровальными бумажками. Ксилол. Снова
заключают в бальзам.
РАЗНОЕ
854. Просветление более крупных препаратов по методу Шпальтегольца
(1911, 1922). Объект фиксируют в формалине и т. п., затем хорошо
промывают, отбеливают в Н202, полностью обезвоживают в спиртах возрастающей
крепости и переносят в бензол, который 2—3 раза сменяют. После этого
препарат помещают в просветляющую жидкость, состав которой в зависимости
от объекта несколько варьирует. Для костей взрослого человека берут 5
весовых частей винтергренового масла и 3 части бензилбензоата или 3 части
винтергренового масла и 1 часть изосафрола; для более крупных эмбрионов
человека 2 части винтергренового масла на 1 часть бензилбензоата или 10
частей винтергренового масла на 5 частей изосафрола; для более молодых
эмбрионов 3 части винтергренового масла на 1 часть бензилбензоата или 27 частей
винтергренового масла на 5 частей изосафрола; для еще более ранних—5 частей
винтергренового масда на 1 часть бензилбензоата или 9 частей
винтергренового масла на 1 часть изосафрола. Этот способ можно с успехом применить
и к очень толстым срезам, например для инъицированных препаратов. После
переноса препаратов в конечную жидкость, служащую и для заключения,
воздушным, насоёом тщательно удаляют из них оставшиеся следы бензола
и воздуха. Кровеносные сосуды перед этим часто инъицируют окрашенными
веществами (см. также 1948). г

204 Глава XII
Для изучения процесса окостенения рекомендуется соединить метод
окраски по Люндваллю (см. 1596) с методом Шпальтегольца (Штёкли, 1922).
855. В качестве конечной жидкости можно вместо бинтергрейового масла,
изосафрола и бензилбензоата, по Драну, употреблять также смесь тетралина
и нафталина. Для этого при нагревании растворяют 32 г нафталина в 100 см3
тетралина и оставляют стоять при комнатной температуре. Часть нафталина
выпадает; в растворе остается около 25% нафталина (л = 1,561). Путем
дальнейшего разбавления получают жидкости с соответствующими показателями
преломления (5-процентная, п = 1,549; 10-процентная, л = 1,554;
20-процентная, п = 1,558).
856. Льетник (1925) употребляет ксилол с прибавлением нафталина.
Показатель преломления при 10% нафталина п = 1,5095; при 20%—п = 1,5225;
при 30% — /г = 1,531; при насыщении: /г= 1,5391; в последнем растворе
человеческая кожа просветляется лучше всего. *
857. Для закрывания коллекционных сосудов Дран рекомендует
закрывать отверстие сосуда колпаком из плотной бумаги, свисающие с боков
края которого прочно,приклеить синдетиконом к стенкам сосуда. Сверху
накрыть стеклянной пластинкой, соответствующей по размеру верхним
краям сосуда, и укрепить ее кругом полоской лейкопласта. Для большей
основательности последнюю можно покрыть еще сверху лаком.
858. Для хранения анатомических препаратов без изменения их
естественной окраски особенно рекомендуется смесь Кайзерлинга или Иореса. В
настоящее время наиболее удобна жидкость Иореса с предварительным
насыщением светильным газом по А. Щультцу (см. 861). 1
Метод Кайзерлинга. Фиксируют смесью формалина 200 еде3,
воды 1 л, азотнокислого калия 15 г, уксуснокислого калия 30 г. Через один
или несколько дней препарат, не промывая, обрабатывают 80-градусным
спиртом до восстановления цвета крови. Затем переносят в смесь:
дестиллированной воды 2 л, уксуснокислого калия 200 а, глицерина 400 см3.
Прибавление 2 см3 жидкой карболовой кислоты на 1 л предохраняет от
появления плесени.
Общий обзор результатов применения этого метода мы находим у
Кайзерлинга (1922).
859. По Е. Гоману (1925), часть уксуснокислого калия в окончательном
растворе можно заменить более дешёвым неочищенным сернокислым натрием
(дестиллированной воды 1 л, уксуснокислого калия 35 г, неочищенного
сернокислого натрия 65 а, глицерина 1л).
860. Иорес (1913) фиксирует от нескольких дней до недель в смеси:
искусственной карлсбадской соли 50 г, формалина 50 см3, водного раствора xjrop-
алгидрата (1:1) 50 см3, воды 1 л. (Летом лучше фиксировать в
холодильнике.) После 6—24-часовой промывки куски поступают в следующий
раствор: уксуснокислого калия 300 г, глицерина 600 еле3, дестиллированной воды
1 л. Эта жидкость выгодна тем, что отсутствие в ней спирта дает возможность
производить окраску жира даже через несколько лет после фиксации (Дитрих);
861. А. Шультц (1928, 1931), действуя окисью углерода, переводит
гемоглобин препаратов в очень устойчивый СО-гемоглобин; благодаря этому цвет
крови препарата сохраняется лучше, чем при применявшихся ранее способах.
Последующая обработка спиртом оказывается излишней.
Для проведения этого метода жидкость Кайзерлинга или Иореса,
используемую для фиксации, до помещения в нее препарата насыщают окисью
углерода. Препараты в зависимости от величины оставляют в первой жидкости
да срок от нескольких дней до недель, затем несколько часов промывают
в проточной воде и, наконец, переносят в жидкость для хранения (глицерина
600 см3, уксуснокислого натрия 300 см3, воды 1 л). Так как под действием
окиси углерода окраска в естественном виде сохраняется лишь в повбрхно*

Заключение препаратов
'205
стных слоях ткани, то еще до консервации препарат следует обрезать так, как
его желают сохранять в дальнейшем.
Для насыщения жидкости GÖ-проще:всего взять склянку, снабженную
просверленной пробкой,, наполнить ее до половины жидкостью, соединить
резиновой трубкой о газопроводом-и, открыв на 5 мин. кран, энергично
взбалтывать под давлением газа. Аппарат для газирования, предложенный
Шультцем, удобен, но, особенно при малых количествах, излишен.
862. Если в подогретой консервирующей жидкости растворить 4%
желатины, то после помещения в нее препарата и охлаждения она становится
твердой. Метод пластинчатых препаратов см. Талаев (1924); Е. Гоман (1925);
Верн, К. Краузе (1930). О консервировании в сахаре см. Тандлер (1926).
863. Для монтажа консервированных препаратов весьма пригодны цел- .
лулоидные пластинки прозрачные, белые или черные (толщина большей
частью 1 мм, лишь для более объемистых препаратов 2 мм). Целлулоид
нерастворим в большинстве употребляемых для хранения жидкостей,
например, в жидкости Кайзерлпнга, Иореса, формалине, глицерине, тетралине.
Препараты же, лежащие в спирте, бензоле или винтергреновом масле, нужно
монтировать на стекло. Целлулоид легко режется и с помощью нагретой
стальной трубки может быть изогнут любым образом. Целлулоидные части
можно легко и быстро склеивать несколькими каплями уксуснокислого
эфира. Подробности см. Шпаннер (1926).
864. Замазка для коллекционных сосудов. Смешивают равные количества
воска и канифоли и добавляют несколько капель глицерина. На сухой край
сосуда намазывают разжиженную нагреванием замазку слоем 2—3 мм,
накладывают также подогретую стеклянную пластинку и на несколько дней
кладут на нее груз. Под конец можно еще покрыть ее лаком. Пицеин можно
также с успехом использовать-для замазки.
865. В качестве прочной замазки для склеивания стекла со стеклом или
стекла с деревом или металлом К. Краузе (1930) рекомендует пасту из окиси
цинка и янтарного лака. Консистенцию замазки, в зависимости от ее
назначения, можно хорошо подобрать, прибавляя большее или меньшее количество
янтарного лака. Замазку наносят пальцем.

Глава XIII
ПРИГОТОВЛЕНИЕ МИКРОСКОПИЧЕСКИХ КОРРОЗИОННЫХ
И СУХИХ ПРЕПАРАТОВ
866. Для выявления полых пространств (полостей) внутри каких-лиоо
органов—например, почечных лоханок, легочных альвеол, протоков желез,
сосудов—наряду с приведенным в 854 методом Шпальтегольца часто с боль-
щим успехом применяют коррозионный метод, который в настоящее время
весьма существенно улучшен благодаря введению в технику пластоида
(Шуммер, 1935). При помощи этого нового средства можно, повидимому,
превзойти все старые методы. Особые преимущества пластоида состоят в его
высокой пластичности и способности проникать, благодаря чему он заполняет
тончайшие полости, а также в его малой сжимаемости и в резистентности
в твердом состоянии.
Пластоид—полимеризующееся соединение винила, которое в
мономерном виде представляет собой не смешивающуюся с водой жидкость (уд.
вес 0,946). При нагревании в присутствии катализатора она может быть
переведена из жидкого состояния в твердое (уд. вес. 1,18). В твердой форме она
совершенно устойчива по отношению к щелочам и кислотам любых
концентраций. При температуре около 100° затвердевший материал становится
настолько пластичным, что ему можно придать любую форму.
Применение. Прежде всего необходимо придать жидкому
мономерному пластоиду нужную для Данного объекта консистенцию. Для этого
к определенному количеству пластоида прибавляют катализатор в
количестве, указанном в описании способа употребления; затем жидкость наливают
в просторную колбу с круглым дном (напр»имер, 300 еле3 жидкости в колбу на
1 л); на колбу надевают обратный холодильник, ставят в масляную баню,
медленно нагревают и кипятят при постоянном наблюдении при 130—140° до
тех пор, пока жидкость не уплотнится до нужной консистенции (обычно это
консистенция меда). После этого, во избежание дальнейшего уплотнения,
колбу быстро охлаждают. Готовую массу, которая месяцами остается
неизменной, следует хранить на холоду в коричневой склянке. Ее можно также
снова развести свежим пластоидом.
Массу инъицируют в холодном состоянии в холодные или нагретые до
температуры тела органы, лучше всего рекордовским шприцем вместимостью
не более 20 еле3. Массу в шприц не насасывают, а, вынув поршень, наливают
сверху. После инъекции орган помещают в хорошо закрывающийся
стеклянный сосуд с теплой водой (35°), причем через несколько часов температуру
поднимают до 40—45°. Для устранения сжатия к воде прибавляют немного
едкого калия. Через 12—24 часа масса приобретает твердость целлулоида.
После этого мягкие части органа коррозируют 25-процентным едким калием,
костное вещество—концентрированной или разведенной соляной кислотой.
Наконец коррозированные части основательно отмывают водой. Полученные
таким образом препараты мало чувствительны к механическим и термическим
воздействиям и могут сохраняться без дальнейшей обработки. Мешающие
белые пятна можно легко устраягать, смазывая при помощи кисточки нераз-
веденным пластоидом. Монтируют раствором целлулоида на ацетоне.,

Приготовление коррозионных и сухих препаратов
207
Инструментарий очищают бензолом, ацетоном, хлороформом и тому
подобными жидкостями, в которых пластоид легко растворим.
Чтобы сделать пластоид непрозрачным, Шпаннер (1937) добавляет в него
небольшое количество цинковых белил.
867. Приготовление сухих препаратов для рассмотрения поверхностных
структур под бинокулярным микроскопом::Шмепъце!р (1933) перенес старый
способ Семпера на микроскопические препараты. Приводимый ниже метод
можно с успехом применять для решения ряда вопросов (в особенности для
учебных целей); он часто заменяет трудоемкие реконструкции. Рассмотрим
вкратце этот метод на примере слизистой оболочки тонкой кишки.
Методика. Вырезают кусок кишки длиной 3—4 см, тщательно
промывают в физиологическом растворе, растягивают на корковой пластинке*
фиксируют в формалине, через 6—12 час. переносят на такой же срок в 95-
градусный спирт п затем нарезают, постоянно смачивая спиртом, на
маленькие кусочки (1—3 см); сдирают мышечную оболочку и удаляют подслизистую.
После этого основательно обезвожпвают, помещают на 1—2 дня в карбол-
ксилол, затем в ксилол—скипидар (2 : 1) и чистый скипидар. Растягивают на
пробковой пластинке (слизистой оболочкой кверху). В пробковую пластинку
(со стороны с натянутой оболочкой) вкалывают 3 иглы длиной около 5 см,
пластинку ставят наподобие треножника на асбестовую сетку и, умеренно
нагревая над малым пламенем, высушивают кусочки приблизительно в
течение 0,5 часа. Высушивание должно происходить очень постепенно и
равномерно со всех сторон. Хрупкие, белые, как мел, кусочки осторожно снимают
и при помощи клея монтируют на черной блестящей подкладке (черное
стекло, эбонит и т. п.). Затем приклеивают соответствующую защитную
рамку из картона, а на нее наклеивают покровное стекло. При
рассматривании под бинокуляром при 50—70-кратном увеличении видны ворсинки,
«как бы высеченные из белого мрамора», в самых различных положениях.
Объекты, имеющие естественную окраску, монтируют на белой подстилке.
868. Для получения пластического препарата с прозрачной поверхностью
(например, для выявления желудочных ямок) объект обрабатывают сначала,
как указано выше (см. 867), а затем очень осторожно смачивают жидким
бальзамом, в результате чего картина удивительным образом меняется.
869. Приготовление поверхностных препаратов при помощи
адгезионного метода Вольфа (1939 а, Ь, с): а) поверхность исследуемого объекта быстро
смазывают (лучше всего кончиком пальца) не очень толстым слоем
раствора целлулоида или целлоидина в ацетоне (Вольф употребляет
целлоидиновый раствор «Rellon»); б) оставляют сохнуть 0,5—1 мин. (не дуть, чтобы*
пленка не побелела!); в) высохший целлоидиновый слой снимают при помощи
целлофановых полосок, снабженных клейкой поверхностью из каучука и
смолы; г) целлофановые полоски накладывают на предметное стекло. При
наложении целлофановых полосок, во избежание появления пузырей
воздуха, их нужно постепенно прижимать, начиная от одного конца к другому.
Исследование следует производить в падающем свете при сильном
диафрагмировании или при боковом смещении осветителя.
Этот метод дает чистый целлоидиновый рельеф поверхности сухого или
влажного объекта. В особых случаях (например, эпидермис) целлоидиновой
пленкой снимают верхний слой клеток или отдельные клетки, затем их
прижимают к предметному стеклу и окрашивают на нем.
Для мацерации частей скелета служит следующий способ: а) срезают
крупные мягкие части; б) помещают в ажгиформин (5 частей антиформина на
100 частей воды) при 60°, в зависимости от величины, на 2—12 час. (для
получения скелетов мелких животных, таких, как мышь, крыса, достаточно 2—
4 час; для человеческого черепа—10—12 час); в) удаляют мацерированные
мягкие части, поливая горячей водой, осторожно счищая щеткой и т. д.;

Глава XIII
г) промотают в проточной воде, 24 часа; д) удаляют клеящие вещества в 2-
процентном растворе соды, 6—12 час. (для мелких костей не нужно); е) прог
мывают в проточной воде, 24 часа; ж) отбеливают в 2-процентной перекиси
водорода, 12—24 часа; з) промывают в воде и высушивают; и) обезжиривают
в ксилоле при 60° 24 часа, или лучше в экстракционном аппарате, например
в аппарате Сокслета с бензолом; к) высушивают.
Следует избегать слишком продолжительной обработки в антиформине*
так как в противном случае швы расходятся и вещество кости становится
хрупким.
Антиформин представляет собой продажный щелочной раствор гипохло-
рида натрия; он содержит 7,5% свободного едкого натрия и 5,3% связанного
хлора. Для целей мацерации достаточен неочищенный антиформин.
Подробнее о мацерации см. Шморль (1928) и Каевель (1931).

Глава XIV
МЕТОДЫ РЕКОНСТРУКЦИИ
870. Объемное (трехмерное) представление об элементарных структурах
клетки можно обычно без труда получить на одном и том же срезе,
последовательно рассматривая следующие друг за другом плоскости оптических
разрезов. Там, где это трудно сделать из-за необычной формы или протяженности
элементарных частей (например, клетки Пуркинье в мозжечке), помогает
комбинация картин, взятых из многих различно ориентированных срезов.
Труднее получить объемное (трехмерное) представление об элементарных
органах, построенных из клеток. Долгое время, например, ошибочно
обозначали концевые отделы многих желез на основании картин отдельных срезов
как «ацинозные» (в форме ягод); в действительности же они представляют
собой длинные трубки, многократно изогнутые в разные стороны и
снабженные выпячиваниями. Во многих подобных случаях вносят ясность сильно
просветленные толстые срезы, особенно полученные по методу Аурелля
(см. 852). Для выяснения формы органов можно также с успехом использовать
широко- применявшиеся старыми гистологическими школами мацерационныё
средства (древесный уксус, соляная кислота, сильные щелочи и т. п.).
См. также способы, изложенные в 866—868.
Остается, однако, большое число анатомических и, особенно,
эмбриологических объектов, которые или слишком малы и слишком сложны по форме,
чтобы о них можно было бы получить достаточное пространственное
(объемное) представление при препарировании и при непосредственном наблюдении
под лупой или под малым увеличением микроскопа; или, наоборот, слишком
велики и, опять-таки, слишком сложны, чтобы можно было бы сделать
правильное заключение об их форме (и особенно о форме внутренних полостей),
псходя из отдельных срезов или мацерированных препаратов. В таких
случаях приходится производить реконструкцию подобных образований из
картин, которые дают последовательные серийные срезы.
871. Реконструкция может быть плоскостной (только зарисовка), на
которой глубинное измерение передается на плоскости, в некоторой степени—
ракурсом или штриховкой; или же она является пространственной—объем-:
ной. В обоих случаях реконструкция связана с более или менее значительным
увеличением. Понятно, что реконструкция зарисовкой часто служит лишь
предварительным вспомогательным средством, которым можно ограничиться
лишь в более легких случаях.
Все методы реконструкции трудоемки и требуют большой затраты
времени. Поэтому их избегают в тех случаях, когда имеется возможность обойтись
другими средствами: препарированием мацерацией, инъекцией, коррозией
z т. д.: с другой стороны, при сколько-нибудь сложных объектах необходимо
предостеречь от часто применяемого способа ограничиваться
«реконструкциями в голове» "(на основании картуш срезов). Кроме того, именно
объемные реконструкции дают увеличенные и потому легко демонстрируемые
препараты.
14 Б. Ромейс

210
Глава XIV
872. Предварительным условием для каждой реконструкции является
приготовление лишенной пробелов серии параллельных срезов через объект.
Это требование может быть относительно легко выполнено с помощью любого
современного микротома. Срезы серии большей частью бывают равной
толщины, но в особых случаях рекомендуется, среди толстых срезов включать
через определенные промежутки срезы половинной толщины. При всех
условиях толщина каждого отдельного среза должна быть определена и
известна. В зависимости от величины объекта и от его способности к резке
избирают толщину срезов в 6, 8, 10, 12, 15 или 20 р. Направление среза
теоретически может быть любым, на практике же большей частью лучше
предпочесть направление, параллельное или перпендикулярное к главной оси
объекта.
Парафиновая заливка значительно лучше целлоидиновой. Апати считает
идеальным методом для реконструкционных серий заливку в масло—желатину
(см. 468). При всех условиях срезы следует накладывать на предметное стекло
и приклеивать в правильной последовательности; они должны быть
совершенно равными, без каких-либо смещений (даже вокруг изолированных
частей!), без искажений и складок. Употребляемые и рекомендуемые для этого
способы см. в 535, 546, 557 и 563.
Достоверность и красота каждой реконструкции в сильной степени
зависят: от полноты серии срезов. На реконструкцию серии неполных, неравных
и плохо уложенных срезов не стоит тратить ни сил, ни времени!
873. Методы графических реконструкций. Восстановление картины,
плоскость которой лежит перпендикулярно плоскости срезов серии
(проекционная реконструкция по Гису; старейший способ, который и в настоящее
время часто применяется с успехом).
Задача. Требуется восстановить картину органов маленького
человеческого эмбриона при 50-кратном увеличении в медиальном разрезе по
ровной серии поперечных срезов толщиной 20 ц.
Решение. С тотально окрашенного и просветленного эмбриона,
лежащего в кедровом масле и т. п., делают при соответствующем увеличении
(например, 5- или 10-кратном), по возможности с разных сторон, зарисовки
или фотографии; для данного примера необходим точный профильный рисунок
(по возможности зарисовку следует повторить, когда эмбрион находится
в жидком парафине).
Каждый член серии поперечных срезов толщиной 20 (х должен быть
зарисован при 50-кратном увеличении, для того чтобы по этим рисункам
можно было, непосредственно получить нужные размеры.
а. Если работают без направляющей плоскости (см. 874), то направление
срезов должно быть точно известно или же оно должно быть найдено и
нанесено на профильную картину путем сравнения расположения определенных
точек на срезах и на профильном изображении.
Снимают на кальку копию профильного рисунка, сделанного при 50-
кратном увеличении.' Копию наклеивают на миллиметровую бумагу так,
чтобы известное или дополнительно определенное направление срезов
проходило строго параллельно поперечным линиям бумаги. Затем поперечные
линии нумеруют, начиная с головного конца; соответственно номерам срезов
на каждую линию наносят расстояния органов по медиальной линии друг
от друга и от контуров профильного рисунка, соответствующего
увеличенному в 50 pais рисунку данного среза. Соединяя соответствующие точки, полу«-
чают контуры данных' органов в медиальном разрезе.,
б. При работе с направляющей плоскостью точная фиксация
направления среза не нужна. Медиальную линию каждого увеличенного в 50 раз
рисунка удлиняют; до ее. пересечения с пририсованной направляющей линией.
Точки пересечения медиальной линии с направляющими линиями о*мечают

Методы реконструкции
на одной из вертикалей миллиметровой бумаги в порядке срезов и нумерую^.
На увеличенных в 50 раз рисунках определяют по медиальной линии
расстояния от этих точек до линий контура и до органов. Эти расстояния наносят
на горизонтальные линии миллиметровой бумаги, относящиеся к каждому
данному срезу, а соответствующие точки следующих друг за другом линий
соединяют между собой. При таком способе контур всего эмбриона возникает
позже вместе с построением контуров органов при конструкции
медиального среза.
Ясно, что этим методом можно изобразить и боковые части, проецируя
их на медиальную плоскость, т. е. можно, например, восстановить не только
контур, но и приблизительную теневую глубинную картину органов в
медиальном разрезе.
После такой рисовальной «проработки» серии, в самых разнообразных
разрезах и с разных точек наблюдения, Гис переходил к «свободному»
построению модели объекта (или определенных его органов), постоянно учитывая
размеры, взятые с зарисовок срезов. Хотя в руках автора этот способ давал
отличные результаты, он вряд ли нашел себе подражателей, ^ак как при этом
предъявляются высокие требования к изобразительной технике работника',
учитывающие многообразные субъективные источники ошибок.
874. Графическая изоляция по Кащенко (1886, 1887, 1888).
Предполагается, что объект в парафине окружен плотно прилегающими к нему
определяющими плоскостями, которые пересекают друг друга под углом и
располагаются перпендикулярно к плоскости среза, или же что рядом с объектом
находится направляющая плоскость с направляющими полосками (см. 879).
Направляющая линия нередко может быть заменена структурами
препарата, расположение которых является вполне определенным, например
нервами, сосудами и т. п. Подробности о технике графических реконструкций без
направляющей линии см. у Лебедкина (1926).
На картон последовательно зарисовывают одну за другой увеличенные
картины срезов «графически изолируемого органа». При этом, однако, нужно
следить, чтобы линия разреза определяющих плоскостей или зубчатые
направляющие линии каждый раз точно совпадали. Орган начинают зарисовывать
со стороны, обращенной к рисующему. Контуры, которые перекрываются
уже нарисованными изображениями, не наносят. Таким образом, возникает
правильно ориентированная система контурных линий, расположенных,
вокруг и около друг друга, по которым путём соответствующей ретушировки
легко восстановить вид на орган в перпендикулярном к плоскости среза
направлении.
875. Петер разработал метод, при помощи которого без труда удается
получить графическую реконструкцию под любым углом зрения.
Подробности см. Петер (1922, 1927).
876. Лебедкин (1926, 1928) также дает детальное наставление к технике
изготовления проекционных реконструкций под любым углом к плоскости
срезов. С помощью предложенного им способа удается изготовлять
графическим путем также парные изображения для стереоскопического рассмотрения
(стереоскопическая реконструкция); см. также критику Томе (1928).
Лпзон (1936) разработал весьма многосторонний метод для
перспективной графической реконструкции, допускающей получение изображений почти
под любым углом зрения и под любым наклоном к плоскости срезов серии.
877. В известных случаях, например при реконструкции путей
прохождения нервных волокон, выгодно изготовление прозрачной модели
(пластиночная диаграмма). Э этом случае каждый срез зарисовывают на стеклянную,
целлулоидную или желатиновую пластинку и располагают их одну над
другой в соответствующей последовательности (изложение истории методики
у Томе (1928), где обсуждаются также реконструкции на стекле и ошибкиу
14*

212
Глава XIV
обусловленные показателем преломления). Весьма удобны также тонкие листы
целлофана, которые после зарисовки наклеивают на стекло. Этот метод был
хорошо разработан Рольсховеном (1937) для воспроизведения в сильно
увеличенном врде маленьких участков ткани («гистологическая тканевая
реконструкция» и «целлофановые выдвижные модели»).
878. Для пластических реконструкций общеупотребителен метод
пластиночного моделирования (Борн, 1883,1888). Для эмбриологических
исследований, которые обычно требуют лишь 30—100-кратного увеличения, его
значение неоспоримо. Вопреки данным некоторых авторов, этот метод при
соблюдении известных условий, несомненно, может быть использован и для больших
увеличений, которые часто нужны для гистологических исследований. При
этом большое значение имеет предварительная, часто очень кропотливая
точная проработка серии с приложением последовательных набросков или
фотографий. Подробности об этом см. Петер (1942).
Принцип метода Цластияочяого моделирования состоит в следующем,
из каждого среза равномерной серии зарисовывают при определенном
увеличении на восковые пластинки те части, объемную реконструкцию которых
желательно получить. Толщина пластинок должна соответствовать
произведению толщины среза на увеличение. Затем интересующие исследователя части
вырезают из пластинок и вырезки последовательно наклеивают друг на друга.
Если это сделано верно (без смещений в стороны), то после сглаживания
ступенек между краями пластинок получается объемное изображение
разложенного на серию срезов объекта, правильно увеличенное во всех трех
измерениях.
Для иллюстрации применения этого метода возьмем пример,
аналогичный приведенному выше. По ровной серии поперечных срезов (20 |i толщины)
через маленького эмбриона человека требуется получить увеличенную в
50 раз объемную реконструкцию кишечного канала. Для этого с каждого
среза зарисовывают при 50-кратном увеличении очертания поперечного
разреза через кишечный канал на пластинку размером 50x20 р. (1 мм).
Вырезки поперечных зарисовок кишечника из этих пластин, правильно
наклеенные одна на другую, и дадут увеличенную в 50 раз объемную
реконструкцию органа.
879. Направляющая плоскость с направляющими полосками. Если модель
изготовляется не по готовой серии, то очень рекомендуется приладить на
парафиновом блоке вплотную к объекту перпендикулярную к плоскости среза^
направляющую плоскость с перпендикулярными же направляющими
полосками, которые затем соответствующим образом покрывают лаком. Таким
образом, на каждом срезе получается лежащая рядом с препаратом зубчатая
направляющая линия, которая служит для правильной ориентации
отдельных изображений срезов (см. ниже). Направляющую плоскость и
направляющие линии изготовляют или при заливке по способу Борна (1898) и
Петера (1899), или же после нее путем надрезания или обрезания блока.
880. Приготовление направляющих линий при парафиновой заливке по
Борну и Петеру. Для приготовления направляющих линий целесообразно
использовать изготовляемые Цейссом направляющие пластинки по Борцу
и Петеру. Они состоят из двух стеклянных угольников и одной круглой
стеклянной пластинки. Последняя снабжена на стороне, обращенной к камере
для заливки, тонкими параллельными бороздками, которые в дальнейшем
создадут на блоке соответствующие полоски.
Перед употреблением основная пластинка и стеклянные угольники очень
тщательно очищают спиртом и затем хлороформом; после этого их покрывают
очень тонким слоем спирта с глицерином. Составленный прибор за 30—60 мин.
до заливки прогревают в парафиновом термостате. Непосредственно перед
заливкой камеру заполняют парафином, нагретым до 68—70°. Заливаемый

Методы реконструкции
213
объект переносят в камеру, и соответствующим образом ориентируют* по
отношению к черным линиям, которые перекрещиваются под прямыми углами на
дне основной, пластинки. При этом нужно учитывать, что плоскость, служащая
теперь основанием, при последующем насаживании объекта на блок должна
стать боковой стороной, а сторона, обращенная к лицу, производящему
заливку, -^-основанием блока. После окончания ориентировки камеру окружают
холодной водой, чтобы парафин начал медленно застывать со дна.
Поверхность же парафина следует, наоборот, поддерживать в жидком состоянии в
течение примерно 10—15 мин., для чего горячим шпателем понемногу
подбавляют парафин. Этим достигается то, что парафин, стягивающийся при
застывании, не будет втягивать за собой нижнюю поверхность блока, снабженную
направляющими линиями. После длительного лежания в холодной воде
угольники и основная пластинка легко отделяются; получается прямоугольный
парафиновый блок, одна из сторон которого снабжена тонкими параллельно
идущими линиями (направляющая плоскость).
Лакировка. Направляющая плоскость должна быть прежде всего
покрыта слоем черного лака. Для этого Петер советует американский
сапожный лак или сажу. В последнем случае сжигают кусочек камфоры, собирают
сажу в фарфоровую чашку, растирают ее с небольшим количеством цапонлака
и намазывают им направляющие линии. Слой лака должен быть очень тонким.
После полного подсыхания на блок наносят тонкий слой парафина. Блок
для этого быстро погружают в-подогретый да 75° парафин. После охлаждения:
блока его погружают снова и так делают несколько раз,чтобы направляющая
плоскость была покрыта слоем парафина толщиной около 1 мм. При этом,
конечно, не нужно погружать в парафин ту плоскость блока, которая будет
служить основанием.
Мейнленд и Стовер (1929) вместо сапожного лака, который дает
непостоянные результаты, употребляют синюю корректорскую жидкость.
Приготовленные с ее помощью направляющие линии очень устойчивы
по отношению к бензолу, хлороформу, ксилолу и воде; эфир их
растворяет легко.
Насадка блока. Прежде всего наносят на предметный столик
микротома слой парафина толщиной 2—3 мм, поверхность которого гладко
сострагивают микротомным ножом, прочно установленным в поперечном
положении. На эту горизонтальную поверхность помещают обращенный к ней
своей нетронутой основной поверхностью и правильно вырезанный
парафиновый блок так, чтобы направляющая плоскость стояла перпендикулярно к
лезвию ножа. Блок приплавляют горячим шпателем и парафином вдоль краев
его основания. Этим достигается точное перпендикулярное расположение
направляющих линий и направляющей плоскости по отношению к
плоскости среза.
881. Приготовление направляющих, линий при заливке в целлоидин. При
заливке в целлодин Петер (1906) укрепляет угольники на основной пластинке,
пропуская в щели каплю шеллакового фиксатива, который быстро
склеивает поверхности друг с другом. Уплотнение целлоидина должно
производиться очень медленно. При помещении прибора в 80-градусный спирт
фиксатив растворяется, а угольники и основная пластинка отпадают. «Получают
целлоидиновый кубик с направляющей плоскостью и направляющими
полосками, совершенно сходный с парафиновым».
882. Приготовление направляющих линий при помощи надрезателя.
Были сконструированы различные аппараты, дающие возможность
устанавливать на любом парафиновом блоке перпендикулярную плоскость и
параллельно идущие^направляющие линии. Лучшим и наиболее простым является
надрезатель Окайима (1922). Последующее покрытие лаком и парафином
производят по 880. ... -

214
Глава XIV
. 883. Если после этих приготовлений объект разлагают на срезы, не
сдвигая при этом поперечно установленного ножа, то получаются срезы, идущие
перпендикулярно как к длинной оси объекта, так одновременно и к зачернен-,
ной направляющей плоскости с направляющими полосками. Вблизи каждого
среза оказывается тонкая зубчатая черная направляющая линия (зубцы
направлены от среза!). Если все срезы в последовательном порядке наложить друг
на друга так, чтобы все зубчатые направляющие линии опять составили
перпендикулярную направляющую плоскость, то и все поперечные разрезы
органов также совместятся правильно, т. е. без смещений в стороны.
Направляющие линии используют как для графических реконструкций (см. 873), так
и для пластиночного моделирования, но в этом случае речь идет о наложении
друг на друга не срезов, а их увеличенных изображений. Нужно, однако,
всегда иметь в виду, что при резке направляющие линии также могут
смещаться и что поэтому они не являются абсолютно неподвижными
метками.
Новый путь в этом вопросе нашел Геард. Перед каждым срезом он
фотографировал на киноленту сильно освещенную поверхность блока и получал
таким способом последовательный ряд недеформированных контуров объекта;
затем путем проекций они доводились до любого увеличения.
884. Серии срезов. Тщательно приготовленную серию срезов наклеивают
. на предметное стекло по одному из способов, приведенных в 533, причем
следует обращать внимание на полное расправление срезов и на их ровное
расположение. Очень рекомендуется способ, предложенный Апати (см. 546).
Но Петеру (1906), парафиновые препараты после высушивания сперва
погружают в абсолютный спирт, н противном случае нанесенная лаком линия в
ксилоле закручивается. Затем следует ксилол и окраска, если только прецараты
не были прокрашены тотально. При тотальной окраске поступают по 571.
885. Зарисовка. При рисовании используют рисовальный аппарат Аббе
или, лучше всего, проекционный аппарат (см. 83), поскольку последний и при
сильных увеличениях (100—150 раз) дает большое, ровное, равномерно осве-:
щенное поле зрения. Если пластины приготовляют самостоятельно, то рисунок
делают копировальным карандашом (для получения копии) на печатной
бумаге, по возможности непроклеенной (газетная бумага); на готовых
пластинах рисунок делают мягким карандашом. Следует взять за правило,
что лучше сделать несколько больше рисунков, чем слишком мало.
886. Приготовление восковых пластинок. Вощано-бумажные пластинки
наиболее употребительной толщины можно найти в продаже. При частом
употреблении рекомендуется изготовлять их самостоятельно. Наиболее
простой аппарат, предложенный Штрассером (1886, 1887), состоит из
литографского камня, двух накладывающихся металлических рельсов
соответствующей толщины, металлического валика и приспособления для его нагревания.
На камень накладывают рисунок, сделанный на непроклеенной (газетной)
бумаге, и прочно прижимают кистью, смоченной скипидаром. Затем черпаком
наливают расплавленную восковую массу, покрывают поверхность застывшего
воскового слоя тонкой пелюрной бумагой и вальцуют подогретым валиком до
получения пластинок определенной толщины. После застывания восковую
пластинку снимают и в течение нескольких дней просушивают между листами
фильтровальной бумаги, слегка придавив ее стеклянной пластинкой.
Описание всех подробностей приготовления пластин имеется у Петера (1908, 1926).
887. Отличный, хотя и дорогой аппарат для вальцовки восковых пла;
стинок описан Бернером (1910).
888. Петер использует чистый желтый пчелиный воск. Дешевле следую^
щая смесь:-желтый пчелиный воск—2 весовые части, парафин (точка
плавления 40—459)—1 весовая часть, парафин (точка плавления 50—52°)— 1 весо^
вая часть. Федоров (1913) советует церезин или смесь его'с воском. То я$б

Методы реконструкции
215
самое рекомендует и Капперс (1915): церезина (точка плавления 55—58°)
2 части, воска 1 часть,
889. Вырезание и наложение вырезок друг на друга. Для вырезания
рисунков лучше всего использовать резец, который употребляется для обрезания
фотоснимков. Вырезание начинают с полостей и оставляют между всеми
частями, не связанными или цочти не связанными, временные связующие
полоски, (мостики), которые удаляют позднее, когда отделенные до этого
части будут соединены при наложении вырезок друг на друга. Если куски
модели длительно остаются изолированными, то «мостики» заменяют
проволочными шпильками и т. п. На направляющей линии остается восковая
полоска толщиной в палец, от которой выдаются направляющие зубцы;
направляющая линия также, конечно, связывается со срезами мостиками.
Для маркировки отдельных клеток и групп клеток при составлении модели
в них можно вкладывать дробинки, распределение которых в модели потом
выявляют при помощи рентгенофотографии* (лучше всего стереоскопическая
рентгенофотография). Таким же путем могут быть показаны внутренние по?
лости органов, если их обмазать контрастными веществами. Политцер обмазьь-
вает сернокислым барием в вазелине. Пратье берет водную взвесь ребарита,
которую можно затем легко удалить (Политцер, Д928; Пратье, 1930).
890. Во многих случаях и при работе без направляющих линий можно не
опасаться сколько-нибудь значительных ошибок. От неправильных боковых
смещений при наложении срезов друг на друга могут предохранить
профильный контур или проходящие через срез вытянутые образования, например
хорда, кровеносные сосуды и т. д. Кроме того, на срезах через сколько-нибудь
сложное образование имеется столько различных второстепенных признаков,
что они делают возможным или вероятным всегда только один определенный
способ наложения срезов, благодаря чему спутаться не так уж легко.
891. Наложение, зарисовка и реконструкция зубчатых направляющих
линий становятся излишними, если определять, по предложению Трипеля,
положение среза при помоги плоскости и прямой или же посредством двух
перпендикуляров, перекрещивающихся под прямым углом. При способе
Трипеля не требуются также рамки для заливки Борна, Подробнее—
у Трипеля (1920). Лебедкин (1914, особенно 1930) также дал ценный совет
для изготовления реконструкций без направляющих линий.
Александерсон и Клаузен (1933) описали приспособление, служащее
для поддержки модели при работах по реконструкции нежных образований.
892. Окончательная отделка модели. Вначале следует правильно
наложить друг на друга примерно 5 вырезок и временно укрепить их, проколов
более широкие части спльно нагретым узкпм шпателем для моделировки;
затем сглаживают ступенькп п оплавляют края горячим широким шпателем;
После этого накладывают еще 5—6 вырезок и т. д.
Чтобы можно было рассматривать полости, модель часто оформляют не
в виде одного целого, а после предварительного соединения и сглаживания
поверхностей вновь разделяют вдоль определенных плоскостей на отдельные
части. Шапер (1904) для разрезания больших моделей использует проволоку,
накаляемую электрическим током. В других случаях вырезают окно,
прилаживают поддерживающие и связывающие проволоки и т. п. О своевременном
удалении мостиков см. 889. Наконец, построенную из ступенек модель
заглаживают как можно лучше горячим шпателем, широкой, смоченной
скипидаром кистью, кончиком пальца и т. д. Гладкая модель, на которой
удалены ступеньки и случайные неровности, дает гораздо лучшее представ?
ление о характерных формах органа, ?ем шероховатая модель.
893. Вахенфельдт (1925) для заглаживания и формования восковых
моделей предложил практичный электрический шпатель. То же предлагают
Ганн и Зауберер (1934).

31В
Глава XIV
894. Неймайер (1907) обмывает сначала восковую модель спиртом,
смазывает разбавленным раствором шеллака, покрывает для укрепления
подогретым костяным клеем, а затем раскрашивает масляными красками.
Эмалевый лак, нанесенный несколько раз вместо клея, делает поверхность
водонепроницаемой. Бёниг (1927) смешивает темперные краски с так называемым
мальмиттелъ без прибавления воды, краски при этом очень хорошо пристают
к восковой модели. Ламм (1930) при разглаживаний восковой модели
горячим шпателем наносил и размазывал расплавленные перед этим кусочки так
называемого жирового карандаша (дерматозраф) и таким способом получал
стойкую окраску. При этом краски очень прочно смешиваются с
поверхностными слоями воска, расплавляющимися под горячим шпателем.
895. Весьма целесообразно, особенно при: нежных моделях и при высокой
температуре, покрыть модель гальваническим путем медью по способу,
предложенному Тандл ером (1924). Для этого готовую модель покрывают сплошным
слоем графита и подвешивают на проводах в 20-процентном растворе медного
купороса, к которому прибавляют несколько капель азотной кислоты. Через
ванну пропускают ток в 1,5 в.
896. Вместо восковых пластин используют различные другие материалы,
например картон, жесть и т. д. Трипель (1918) наклеивает рисунки На тонкий
слоновый картон (0,4 лис) и затем их вырезает. Чтобы получить
соответствующую толщину вырезки, между рисунком и картоном вклеивают еще маленькие
кусочки картона, а щели заливают воском.
897. Лапин (1927), употребляя желатиновые пластины, окрашивает
отдельные вырезки из них в разные цвета, а затем вновь их соединяет.
Сениор (1929) пользуется желатиновыми или целлулоидными пластинами.
В. Миллер (1931) применяет пропускную бумагу, которую затем
пропитывает воском. Энбом (1938) рекомендует пластины из желтоватого
пластилина.
898. Часто оказывается проще реконструировать негативную форму,
а позитивную получать путем заливки полостей.
Зеленка делает форму для отливки из картона и залгавает ее металлом
Вуда; после этого удаляет картон размачиванием. Вильсон реконструирует
форму из восковых пластин и заливает ее гипсом; воск для удаления формы
расплавляет. Гипсовую модель отшлифовывает наждачной бумагой и
«пропитывает парафином. Оба метода пригодны лишь для несложных хорошо
соединенных образований.
Негативный способ стал более продуктивным благодаря Данкмейеру
(1939), рекомендовавшему в качестве негативной массы негоколлПелля,
который для этого отливают в пластины. Позитив получают заливкой
расплавленным гоминитом; при сложных формах органа заливку ведут порциями, так
как отдельные плавки хорошо соединяются между собой. Под конец
окружающий негоколл удаляют; если поддерживать у него постоянную влажность, то
можно употреблять его повторно.
Новый способ отливки был разработан Г. Бёмом (1946). Он пригоден для
очень сложных реконструкций, которые другими способами не получаются
или выходят не такими прочными и естественными. Форму для отливки
изготовляют из восковых пластин. Во все полости, каналы и т. д. вставляют осевые
железные проволоки. Они соединяются в один твердый остов при помощи
электрической точечной сварки. Массой для заливки служит слегка текучий
портландский ^цемент (смешивают 100 г обычного портландского цемента,
30 г мелкозернистого кварцевого песка и 50 см* воды). Чтобы избежать
образования пустот, форму подвергают при заливке вибрации на простом приборе.
После затвердения материал формы удаляют скальпелем.
Подробное изложение старых способов реконструкции у Петера (1906,
1922 и 1927).

Глдва XV
ИЗМЕРЕНИЕ МИКРОСКОПИЧЕСКИХ ПРЕПАРАТОВ,
МЕТОДИКА КОЛИЧЕСТВЕННОГО ИЗУЧЕНИЯ ОРГАНОВ
И ЧАСТЕЙ ОРГАНОВ
899. Приближенное определение размеров. Грубое представление о
величине микроскопических структур дает сравнительное сопоставление их с часто
встречающимися структурными элементами известной величины (например,
с красными кровяными клетками). При более крупных микроскопических
структурах для приблизительной оценки можно рекомендовать сравнение
с величиной диаметра поля зрения. Для определения этой величины вместо
препарата при той же оптике и длине тубуса подставляют объект-микрометр
(для слабых увеличений берут объект-микрометр в 1см с миллиметрами,
разделенными на десятые доли; для сильных увеличений—1 ммх разделенный
на сотые доли). Целесообразно заготовить небольшую таблицу для наиболее
употребительных комбинаций объективов и окуляров.
900. Определение размеров путем измерений. Для точного определения
размеров измерения следует производить при помощи окуляр^микрометра.
Рассмотрим следующий пример.
Задача. Слой ткани, рассматриваемый при объективе 20,
компенсационном окуляре 7 и при длине тубуса 169, измеряется 36 делениями шкалы
окуляр-микрометра. Сколько в нем микронов?
Решение. Прежде чем решить эту задачу, нужно определить
значение делений шкалы (интервалов) окуляр-микрометра, которые при каждом
увеличении будут. разными.
Для этого вместо препарата, при неизменной оптике и длине тубуса,
помещают на предметный столик микроскопа объект-микрометр, у которого
1 мм разделен на 100 частей, так что одно деление шкалы объект-микрометра
соответствует 0,01 мм (10 ц). Затем деления объект- и окуляр-микрометров
устанаваливают строго параллельно и отсчитывают, сколько делений объект-
микрометра точно совпадает с каким-нибудь более крупным числом делений
окуляр-микрометра. Если, например, 30 делений объект-микрометра
покрывают 43 деления окуляр-микрометра, то последние равны 30хЮр. = 300 ji,
так как каждое деление объект-микрометра соответствует 10 ц (см. выше).
Из этого следует, что 1 деление окуляр-микрометра равно30^Q ц = 6,98 р..
Таким образом, в вышеприведенном случае деления микрометра округленно
соответствуют 7 (х. Так как измеряемый слой ткани покрывал 36 делений
шкалы окуляр-микрометра, то его истинная длина 36x7 |х = 252 р..
901. Таким образом, обобщая, находим значение делений микрометра т
по формуле 7я = ~^-, где а—отсчитанное число делений по шкале объект-
микрометра, Ь—соответствующее число делений шкалы окуляр-микрометра
и с—известное значение одного деления шкалы объект-микрометра.
Для большинства измерений употребляют объект-микрометр с
делениями по 0,01 мм. Для измерений при очень слабых увеличениях
предпочтительнее, однако, объект-микрометр, у которого 1 см разделен на 0,1 мм. В
последнем случае одно деление шкалы объект-микрометра соответствует 100 \*>1

218
Глава XV
При проведении измерений нужно также учитывать, что для точных
измерений следует использовать только середину поля зрения.
Перед отсчетом делений нужно немного поводить глазами в одну и в
другую сторону в направлении, перпендикулярном к черточкам делений. При
этом движении черточки делений окуляр-микрометра и контуры объекта
или же черточки делений объект-микрометра не должны обнаруживать
видимого смещения (параллакс) друг относительно друга; в противном случае
нужно изменять установку микроскопа до исчезновения параллакса.
(Особенно важно при измерении под слабым увеличением.) Если черточки
делений кажутся при сильном увеличении довольно широкими, то при
измерении всегда пользуются серединой черточки или ее краем, лежащим
с правой стороны. Смещение передвигающейся глазной линзы окуляр-
микрометра не меняет при установке значения делений микрометра.
При системах с коррекционной оправой определение значения
микрометра и измерение нужно всегда призводить при установке коррекционного
кольца на одну и ту же толщину покровного стекла (используя проспект
Цейсса Micro 237).
902. О правилах работы с окулярным винтовым микрометром см,
у Квастлера (1932). г
Цри измерении больших препаратов, простирающихся на два и более
поля зрения, выгодно пользоваться измерительным столиком (см. также 89).
Подробнее об измерении, величине ошибки и т. д. см. Кайзерлинг (1926).
903. Новые исследования указали на важное значение точных
количественных определений по сравнению с простой оценкой, какая обычно делается
на основании одной или нескольких картин гистологических срезов. В
простейшем случае, например при сравнении величины двух маленьких органов,
которые нельзя взвесить, их разлагают на серии срезов известной толщины
и затем зарисовывают контуры этих органов (лучше всего при помощи
проекционного аппарата). После этого величина зарисованных площадей
определяется либо планиметром (см. 906), либо тщательным вырезыванием
и взвешиванием. В последнем случае для интерполяции нужно еще на
такой же бумаге установить вес площади известной величины. Чтобы
получить истинные величины, установленные значения размеров площадей
нужно разделить на квадрат линейного увеличения рисунка (V2). Умножая
эту величину на толщину среза, можно сделать еще пересчет на объем. .
904. В качестве примера метода, применяемого при количественном
анализе различных частей органов, приведем вкратце метод, предложенный
Гаммаром (1914, 1926) для подсчетов на зобной железе.
Свежий орган, отпрепарированный от жира и соединительной ткани,
взвешивают, не разрезая на куски, и фиксируют в формалине (1 : 10) или
в другой хорошо проникающей жидкости. После этого из органа вырезают
четыре поперечные пластинки толщиной 5—10 мм (из них две из средней
части) и заливают*в парафин (точка плавления 47°). Из каждой пластинки
изготовляют совершенно целый поперечный срез точно известной толщины
(между 10—20 р.), окрашивают гемалаун—эозином или другой сходной
окраской и монтируют в бальзаме. На ровной по толщине бумаге,
при соответствующем одинаковом увеличении, например в. 17 раз,
зарисовывают, целиком контуры всех четырех срезов и наносят на рисунки
границы коркового, мозгового вещества и межуточной ткани. Определение
площади производят планиметром или взвешиванием. В последнем случае
зарисованные контуры вырезают и взвешивают. Затем то же делают отдельно
с мозговым, корковым веществом и интёрстициальной тканью. Далее, из
такой же бумаги вырезают 2 квадрата со сторонами в 20 мм {400 мм2) у
каждого и взвешивают. Тогда отсюда можно высчитать площадь зарисованных
и вырезанных частей ткани. Общая величина вычисляется по следующим

Намерение микроскопических препаратов
№
уравнениям:
Корковое вещество;
M-s-f-iOO
Gr
r%-Gk
100
Мозговое вещество:
Интерстициальная ткань: i%
т
%
XR + M)>s.f + J.Sl>fx ;
Gm
Gi
m%-Gk
100
i%-Gk
100
Gr, Gm, Gi—соответственно общий вес коркового, мозгового вещества
и интерстициальной ткани; R, М, /—площади зарисовок коркового,
мозгового вещества и интерстициальной ткани; Gk—свежий вес зобной железы;'
я—УД« вес паренхимы зобной железы, равный 1,075; sx—уд. вес
интерстициальной ткани, равный 1,1 (соединительнотканной) или 0,95 (жировой);
/—коэффициент сжатия паренхимы при заливке (1,087); f1—то же для
интерстициальной ткани (1,190). Для вычисления размеров и количества телец
Гассаля их зарисовывают при 100-кратном увеличении и определяют диаметр
каждого тельца. Результаты распределяют по величине на восемь различных
групп. Затем вносят поправку величины по сверочным таблицам оригинала.
К этому присоединяется еще снижение числа телец Гассаля, поскольку в
большинстве случаев они попадают больше чем на один срез. Дальнейшие
подробности в оригинальных работах Гаммара (1914, 1926а).
905. Этот метод различным образом модифицируется в зависимости от
изучаемого органа и поставленного вопроса. Он был применен Гаммаром,
а также и другими авторами для многочисленных количественных анализов
органов. Ценные технические указания находятся, между прочим, у Гаммара
(1932) для жировой и мышечной ткани, лимфатических желез, глоточных
миндалин, селезенки, лимфоидной ткани кишечника, зобной железы,
щитовидной железы, эпителиальных телец, гипофиза, надпочечников, яйчнйка,
семенника, печени, почки; у Гаммара (1924), Бенгтсона (1939), Карлсона
и сотрудников (1937)—для надпочечника; у Гаммара и Гелльмана (1920)—
для поджелудочной железы; у Штиве (1919), Ромейса (1921), Люндгрена
(1925)—для семенника; у Расмуссена и Геррикка (1922)—для гипофиза;
у Голлатца (1922), Шмера (1940)—для почки; у Дальберга (1924)—для серого
и белого вещества большого мозга. ^
Об ошибках при измерении площадей на гистологических препаратах,
которые связаны со скошенными срезами, см. Кристофферсен (1933).
906. Определение площадей планиметром. Обычно не только проще, ной
точнее определять площади не взвешиванием вырезок, а с помощью
планиметра. Я лично применяю для этого полярный планиметр (компенсационный
планиметр) Отта. Точность измерения составляет 0,01—0,002 измеренной
площади.
Полярный планиметр (рис. 18) в принципе состоит из обводного рычага 1,
снабженного обводным острием, бегущего ролика с измерительным барабаном
2 и*из полюсного рычага 3. Последний на одном конце соединен шарниров
с обводным рычагом, а на другом—с полюсной гирей 4, которая острием иглы
может неподвижно закрепляться на плоскости рисунка.
Измерение: а) рисунок прикалывают на достаточного размера
ровную поверхность (например, на чертежную доску). Полюсную гирю укрепляю*
вне измеряемой фигуры так, чтобы фигуру удобно было обводить; б)
обводное острие устанавливают в любой точке контурной линии и отмечают эту
точку карандашом или обводным острием; замечают исходное положение
измерительного барабана; в) теперь обводное острие ведут по замкнутому пути,
следуя по возможности точно контурной линии, до возвращения к исходному
пункту. Важно, чтобы бегущий ролик при этом все время двигался по
гладкой поверхности бумаги и не попадал на неровности (например, край бумаги)'/

Глава XV
Рис. 18. Схематическое изображение
полярного планиметра:
1—обводный рычаг; 2—измерительный барабан;
3—полюсный рычаг; 4—полюсная гиря.
г) отмечают конечное положение измерительного барабана. Меньшее число
вычитают из большего. Полученное число, умноженное на 0,1, соответствует
при правильной установке обводного рычага размеру площади обведенной
фигуры в квадратных сантиметрах.
Об уменьшении до истинной величины см. 903.
Важные измерения во избежание ошибок производят 2 раза.
Чтобы измерить несколько рядом лежащих фигур за один прием,
их соединяют мостиками; чтобы мостики не отразились на отсчете, по ним
нужно провести острием два раза (один раз в одном направлении, второй
раз в обратном). При
многочисленных тонких зубчиках
проводят обводным острием по средней
линии.
Подробности о планиметре и
планиметрии см. Георги (1918).
907. Для измерения частей
ткани сложной формы, разбросанных
клеток или клеточных включевий
пригоден, например,
количественный гистологический метод
измерения; разработанный Оккельсом
и основанный на фотометрии.
Оккельс изготовляет
микрофотографии с характерных мест
измеряемых препаратов. С каждой
пластинки делается три отпечатка.
На одном из отпечатков очень
тщательно зарисовывают несмываемой тушью образования, которые
подлежат измерению. После высыхания туши все прочие части снимка убирают
иодом и гипосульфитом, так что на отпечатке остаются лишь подлежащие
измерению интенсивно черные структуры. Второй отпечаток обрабатывают
только иодом и используют как белую бумагу для исходного отсчета.
После этого рисунок укрепляют на вертящемся диске и при помощи
электромотора вращают при ровном освещении. В это время электрофотометром
определяют интенсивность света, отраженного от рисунка, выполненного
тушью (величина а). Таким же образом, при неизменившемся освещении,
получают величину А для второго пустого отпечатка. После этого на второй
отпечаток наклеивают один за другим зачерненные тушью кусочки величиной
в квадратный сантиметр до тех пор, пока интенсивность света не достигнет
величины а. Тогда число наклеенных квадратных сантиметров будет
соответствовать разности между А и а и тем самым общей площади зарисованных
структур. Подробности см. Оккельс (1938).
908. Для ряда цитофизиологических вопросов (например, отношение
между объемом ядра и протоплазмы, теория дробимости тела—Teilkörpertheo-
rie, вопросы амитоза, патологического роста и другие) важен .подсчет дву-
ядерных клеток (см. Якоби, 1942). При подсчете на микроскопических срезах
получаются, как показал Пфуль, неточные цифры. Точные данные находят
путем расчета из числа, находимого при подсчете на срезе, из диаметра
ядра + расстояние между ядрами и из толщины среза, см. Пфуль (1930).
909. Определения кривизны, длины дуг, отсчет углов можно производить
при помощи рисовального аппарата Аббе и соответствующего транспортира,
сделанного в виде диапозитива, см. В. Куль (1925). Об измерении на
биологических объектах короткоплечих углов см. П. Вейсс (1930). Измерение углов
на гистологических препаратах можно производить при помощи
гониометрического окуляра. * - \

СПЕЦИАЛЬНАЯ ЧАСТЬ
Глава XVI
ИССЛЕДОВАНИЕ КЛЕТКИ И ЕЕ СОСТАВНЫХ ЧАСТЕЙ
КЛЕТОЧНОЕ ЯДРО И ЦИТОПЛАЗМА
910. Для цитологии всегда имело особое значение изучение живой и
переживающей клетки. Если, однако, в течение нескольких десятилетий данное
направление часто незаслуженно игнорировалось, то это зависело,
несомненно, не только от прогресса техники фиксации и окраски, дающих возможность
выявлять различные структуры с большей демонстративностью и часто с
большей легкостью, чем прижизненное изучение. Здесь играл роль и тот факт, что
средства, которыми располагала старая техника исследования неокрашенных
препаратов, уже не обеспечивала сколько-нибудь значительного продвижейия
вперед. В настоящее время успехи экспериментального направления
(культивирование тканей, щгарургия), а также улучшение технических
вспомогательных средств (ультрафиолетовая и люминесцентная микроскопия,
фазово-контрастное приспособление, электронный микроскоп) дают
возможность по-новому подойти к разрешению старых проблем. Плодотворной
оказалась также связь с физико-химическими исследованиями и методами.
Разработка техники исследования в поляризационном микроскопе также
привела к новым весьма ценным результатам.
911. Многие исследования, проведенные за последние годы, привели
к результатам, которые никогда не были бы получены старыми методами
фиксации и окраски; При этом, однако, нельзя забывать, что как раз новые
исследования на живых клетках подтвердили реальность существования структур,
которые еще совсем недавно считались искусственными продуктами фиксации;
можно указать хотя бы на установленную микроскопическим путем структуру
хромосом, нитей веретена и т. д. Само собой разумеется, что такое
подтверждение не освобождает от необходимости и в дальнейшем проводить подробный
критический анализ и тщательное сравнение с живым объектом
наблюдающихся на фиксированных и окрашенных препаратах клеточных структур,
прежде чем признать их прижизненное существование.
Прижизненные наблюдения
912. В качестве материала для прижизненного наблюдения ядер и
цитоплазмы особенно удобны соматические и половые клетки растений,
беспозвоночных и низших позвоночных животных, наблюдение которых, в отличие от
материала Млекопитающих, не требует повышенной температуры. Из
растений излюбленным и удобным объектом являются волоски тычиночных нитей
и материнские клетки пыльцы Tradescantia virginica] из беспозвоночных-
клетки слюнных желез Limnaea stagnalis или личинок мотыля, прядильных
желез гусениц, особенно же сперматоциты из семенников бабочек, клопов,
кузнечиков и улиток, на которых часто можно хорошо проследить процесс
деления. Из позвоночных хороший материал для наблюдения дают личинки

222 Глава XVI
амфибий (аксолотля, тритона, саламандры). Для цитологических
исследований с успехом могут быть привлечены и живые клетки культур ткани.
Очень удобны неповрежденные находящиеся in situ эпителиальные клетки
хвостового плавника Triton alpestris. Наблюдения ведут в свежей
прудовой воде или при помощи проточного компрессория Г. Циглера (1902).
Подробные указания об этом см. Цейгер (1935). Очень хороший обзор объектов,
пригодных для исследования отдельных составных частей клеток в живом
и фиксированном состоянии, мы находим у Беляра (1928).
913. Для более тонкого исследования ядра (как и других клеточных
структур) необходимо иметь не только свежий материал, но важно, чтобы
он был взят от живущих в нормальных условиях вполне здоровых
животных. (О влиянии неблагоприятных внешних условий
существования, неволи и т. п. на структуру ядер яйцевых клеток см. Штиве,
1913,1918.)
914. Наблюдения над живыми клетками требуют значительного опыта
ж критического к ним отношения, так как всегда существует опасность впасть
в ошибку из-за прижизненных артефактов. Таковые могут быть вызваны
набуханием, отбуханием, отмешиванием и т. д., вследствие асфиксии,
механического давления, изменения концентрации жидкости, служащей для
наблюдения, действия тепловых лучей, подкисления (также и парами кислоты),
прижизненной окраски и т. п. При незначительной степени этих изменений они
могут быть обратимы без вреда для жизни.
Исследования Ван-Гервердена (1925) показали, что в живых клеточных
ядрах эпителия хвоста головастика после перенесения животного в 0,05—
0,075-процентную уксусную кислоту становятся видимыми зерна и
преломляющие свет глыбки. Если действие кислоты было не слишком длительным, то
промывка головастиков в воде снова делала эти структуры невидимыми. Этот
процесс, который можно многократно повторять, не убивая клетку, следует
рассматривать как обратимую желатинизацию, представляющую собой этап
на пути к необратимой фиксации. Интересно, что Цейгер (1935) в
аналогичных опытах смог установить известное постоянство местанохождения таких
структур внутри ядра.
У Paramaecium aurelia Ван-Гервердену удавалось вызывать
желатинизацию помещением в 0,01—0,1-процентный раствор формалина; она исчезала
при своевременной промывке организмов в воде. При желатинизации макро-
нуклеус, до того оптически пустой, становится совершенно непрозрачным,,
гибкость тела исчезает, хотя животное еще продолжает медленно продвигаться
«перед. У солнечника Actinophrys прибавление 0,01-процентного формалин*
прекращает видимое в цитоплазме молодых животных броуновское движение,,
которое после промывки вновь восстанавливается.
915. Исследование препаратов живых клеток лучше всего производить
в жидкости тела того же животного. Чтобы не изменялась концентрация
служащей для наблюдения жидкости, препарат накрывают покровным стеклом*
и делают рамку из вазелина или воска.
Гейтлер (1940) во избежание высыхания исследует митозы в
растительных волосках и т. п. в парафиновом масле, которое является вполне
индифферентным.
916. Начинающим рекомендуется в начале их исследований проследить .
на живых клетках действие механического давления, а также подкисления*
разведенной уксусной кислотой возрастающих концентраций, вплоть до
появления необратимых структур.
917. Вада (1938) подробно описал влияние, которое оказывают на
хромосомы и цитоплазму живых клеток (Tradescantia) пары различных веществ;
широко используемых в технике фиксаций (уксусная кислота, хлороформI
эфир, бутиловый спирт и др.).

л Исследование клетки и ее составных частей
223
918. Для изучения живых клеток и тканей большую пользу должно
принести новое фазово-контрастное приспособление. С его помощью контраст
в преломлении света отдельными структурами может быть увеличен в
степени, недоступной до настоящего времени для прямого наблюдения
(см. также 59).
919. Большую ценность для исследования живых и фиксированных ядер
представляет микрофотографирование в ультрафиолетовом свете с
применением аппаратуры Кёлера (см. 66). При помощи этой аппаратуры Касперсой
и другие показали, что наблюдаемая в обычном свете оптическая пустота
живых ядер зависела в исследованных случаях лишь от одинакового
преломления света структурами и окружающей среды.
Кроме того, Касперсон использует снимки в ультрафиолетовом свете
для того, чтобы при помощи саморегистрирующего микрофотометра с
термоэлементом и микрогальванометра Молля количественно измерять абсорбцию
нуклеиновых кислот. Этот способ основан на исключительно интенсивной
абсорбции ультрафиолетовых лучей пуриновыми и пиримидиновыми
основаниями, входящими в состав нуклеиновых кислот. .
Ясно выраженное преобладание абсорбции ультрафиолетовых лучей
нуклеиновыми кислотами по сравнению с другими составными частями клетки
дает возможность изучать их распределение и концентрацию в клеточных
структурах. Обнаружилось, что с достаточной точностью может быть
определена абсорбция уже частицами, диаметр которых составляет лишь
4-кратную длину волны используемого света. Таким образом, можно определить
количество вещества порядка Ю-9 мг (нижняя граница даже Ю^11 мг, т. е;
1 ji8 1-процентного раствора). В то же время при определении химическими
методами предел лежит около 10 1 мг\
Абсорбционное исследование локализации нуклеиновых кислот с
успехом дополняется перевариванием определенными препаратами трипсина,
которые переводят белки в раствор, оставляя при этом нуклеиновые кислоты
нерастворенными. Переваривание проводят под микроскопом в особых
кварцевых камерах, через которые протекает раствор энзима; при этом его
контролируют' в видимых и ультрафиолетовых лучах.
Детали, касающиеся фотографирования и абсорбционных измерений,
даны в важных оригинальных работах Касперсона (1936а, Ь).
Абсорбционно-спектрографический метод Касперсона превышает по
чувствительности нуклеальную окраску; он может еще давать положительные
результаты в таких случаях, когда окраска уже отказывает.
920. Прижизненная окраска ядра на животном материале удается лишь
в исключительных случаях и прп особых условиях; прежде всего при
недостатке кислорода.
По Цейгеру (1938), прижизненная окраска покоящегося ядра животных
клеток обнаруживает в ядерном веществе совершенно особое коллоидное
состояние. В единичных типах клеток оно существует в норме, у других оно
может быть получено экспериментально при действии на клетку разнообразных
раздражителей. Рис объясняет неспособность ядра прижизненно
окрашиваться сильной гидратацией ядерных белков. Дегидратация как оптически
пустых ядер, так и ядер, у которых в норме видны структуры, приводит
к их прижизненной окраске. Обратимая прижизненная окраска ядер, по *
И. Фишеру, может возникать лишь временно, при определенном
физиологическом состоянии клетки; она появляется как характерная переходная
стадпя между типичной прижизненной окраской и поствитальным
гистологическим окрашиванием. >
Учитывая все сказанное, у животных: прижизненную окраску ядер можно
получить, например, в 0,001 — 0,1-процентном растворе нейтрального
красного. В качестве дегидрирующих средств служат спирт, анилин, ацетон; <

224
Глава XVI
эфир, хлороформ в 0,1—1-процентном растворе; в качестве средств,
вызывающих отбухание,—сернокислый магний или хлористый кальций в
2—20-процентном растворе; кислотами служат 0,005 — 0,1-процентная уксусная
кислота или 0,003—0,3-процентная соляная кислота. Ими действуют, либо
предварительно прибавляя к раствору Тироде, либо во время окраски
прибавляя к раствору красителя.
921. У растительных клеток Кюстеру (1926) удавалось окрашивать
эозином живые ядра и цитоплазму. Альбах (1927) получил интенсивную
прижизненную окраску ядер при помощи далии фиолетовой, метилового
фиолетового (0,05—0,1%) и малахитового зеленого (0,001—0,1%). В клетках
эпидермиса очень молодых листьев Tradescantia удается прижизненно окрасить
эозином (0,05—0,1%) даже хромосомы (Гикльгорн, 1930). Обзор работ по
прижизненной окраске ядер и по использованным до настоящего времени
красителям у Александрова (1933) и В. Беккера (1936).
922. Новые возможности для прижизненной окраски ядра и цитоплазмы
возникают при применении флуорохромов с последующим исследованием
в флуоресцентном микроскопе. Особое преимущество этих красителей состоит
в том, что они употребляются в очень сильных разведениях и уже в течение
нескольких минут дают достаточную окраску. После основательной промывки
в большом количестве воды объект или сразу же исследуют в воде или,
проведя через ряд спиртов, переносят в нефлуоресцирующее парафиновое
масло.
923. Для прижизненной окраски ядра особенно пригоден акридиновый
оранжевый NO в слабощелочном растворе (1 : 10 000; фосфатный буферный
раствор, pH 7,7 до 8,0). Действуют 3—4 мин. Подробности см. у Букача
и Гайтингера (1940) и Штруггера (1940).
По Штруггеру (1942), подкрашивая клетку акридиновым оранжевым
и используя флуоресцентный.микроскоп, можно в течение нескольких минут
установить, жива ли еще данная клетка или уже мертва. В первом случае
наступает зеленое свечение, в последнем—медно-красное (до сих пор испытано
на бактериях, амебах, дрожжах и клетках грибов).
924. Для прижизненной окраски цитоплазмы (растительный материал)
Штруггер (1938) рекомендует в качестве безвредного красителя родамин В
(1:1 000 в водопроводной воде, 3—4 мин.; затем 15 мин. промывать в
водопроводной воде). Цитоплазма окрашивается диффузно, только митохондрии
сильнее^ избирательно накапливают краситель и выступают в
флуоресцентном микроскопе яркими золотисто-желтыми. Монне (1938) получал хорошие
результаты при окраске родамином В и на животном материале.
Изготовление, фиксация и окраска* мазков (тотальные препараты)
925. В настоящее время изучение митозов часто производят на мазках.
Преимущество этого способа состоит в безупречной фиксации, в возможности
наблюдать неповрежденные, целые клетки или ядра, а также в очень большой
экономии времени. Очень целесообразно применять этот метод для
ориентировочных исследований. Для приготовления мазков из органов (например,
семенников, костного мозга, селезенки и т. п.) обычно захватывают
пинцетом кусочек ткани и быстро мажут.им по поверхности покровного или
предметного стекла или же многократно притрагиваются им к предметному стеклу.
В других случаях орган или кусок органа разрывают препаровальными
иглами или тонкими пинцетами и выступившее содержимое быстро
размазывают. Еще влажный мазок сразу же после этого необходимо перенести
в соответствующую фиксирующую жидкость. Быстрота работы имеет
решающее значение. Оставшиеся лежать крупные кусочки удаляют только после
фиксации. '

Исследование клетки и ее составных частей
225
В кончике корня наибольшее число ядерных делений находят в ранние
утренние часы. На црепаратах, фиксированных в конце дня, они более
редки.
926. Фиксацию высушиванием используют лишь в особых случаях
и прежде всего для мазков крови. Она применима и для мазков из
семенников некоторых видов животных, например для полужесткокрылых, но не
прямокрылых.
927. Начиная с Беллинга и Гейтца стал очень употребительным,
особенно при изучении митозов, метод фиксации и окраски мазков
уксуснокислым кармином. При этом способе мазок, изготовленный по 925, сразу же
фиксируют в спирт—уксусной кислоте (абсолютного спирта 3 объемных
части, ледяной уксусной кислоты 1 объемная часть). Спирт—уксусная кислота
должна при фиксировании проникать в объект по возможности
непосредственно и в неразбавленном виде (важно). Через 2—5 мин. препарат для
окраски переносят в уксуснокислый кармин (см. 640). При легком покачивании
и, в случае надобности, при слабом подогревании его окрашивают в течение
2—3 мин. или несколько дольше. После этого препарат извлекают из краски,
без ополаскивания подрывают вместе с раствором краски стеклышком
и исследуют. Если препарат нужно сохранять в течение некоторого
времени, то после того как подсохнут края покровного стекла и краевые выемки,
его окантовывают крёниговской замазкой для покровных стекол.
Если мазок делают на покровном стекле, то для фиксации и окраски
целесообразно использовать^так называемые чашечки для блоков.
Материал, который после фиксации в спирт—уксусной кислоте сразу
не обрабатывается, может несколько дней сохраняться в фиксаторе. Для
более длительного хранения.его переносят из спирт—уксусной кислоты
непосредственно в 96-градусный спирт, который для удаления уксусной
кислоты 1—2 раза сменяют. Здесь препарат можно хранить неограниченное
время. Перед исследованием его снова помещают в спирт — уксусную
кислоту, пока он не пропитается ею, для чего достаточно нескольких минут
(Гейтлер, 1942).
Этот метод дает наиболее просто и быстро очень хорошие, ясные картины
отдельных стадий деления, которые весьма пригодны и для подсчета
хромосом. Хромосомы оказываются несколько набухшими, что, однако, часто
бывает выгодным для наблюдения. Так как уксуснокислый кармин
интенсивно окрашивает лишь хроматин, а истинные ядрышки оставляет
неокрашенными, то покоящиеся ядра часто кажутся почти бесцветными. При этом
методе очень легко отлпчпть тпп ядра, бедного хроматином, от ядер хромонем-
ного хромомерного типа. Хорошее фиксирующее действие спирт—уксусной
кислоты проявляется лишь в сочетанпп с обработкой уксуснокислым
кармином. При парафиновой заливке и резке на микротоме фиксация
спирт—уксусной кислотой приводит большей частью к плохим результатам, так как
спирт—уксусная кислота не дает стабильных осадочных структур
(Гейтлер, 1942). *
928. На растительных ткайях, клетки которых, не могут быть
размазаны, применим метод кипячения Гейтца., Более мелкие кусочки сначала
фиксируют несколько минут в спирт—уксусной кислоте, после чего их
переносят прямо в уксуснокислый кармин и кипятят в пробирочке в течение
2 мин. Затем объекты помещают на предметное стекло и тонко расщипывают
двумя препаровальными иглами. Далее их накрывают покровным
стеклышком, добавляют уксуснокислый кармин и на маленьком пламени дают
несколько раз вскипать до тех пор, пока раздавленная клеточная масса не
станет интенсивно красной. Вместо испаряющейся жидкости, по мере
надобности, добавляют новой. При очень мелких хромосомах для увеличения
интенсивности окраски до нужного уровня требуется более частое вскипание. ,
15 в, РомеЛс

226
Глава XVI
При помощи легкого осторожного надавливания иглой (отвесно!) на
покровное стекло можно получить после кипячения препарат, близкий по
толщине к срезу, так что фигуры деления ядер оказываются лежащими
в одной плоскости. На отвесное направление давления следует обращать
большое внимание, чтобы предохранить хромосомы от искривления и
нежелательных взаимных смещений. Ни в коем случае нельзя как-либо сдвигать
покровное стекло. w
. После кипячения прибавляют новый раствор кармина и дают препарату
остыть.* После этого он готов для исследования.
В качестве материала пригодны пыльники, завязи, части растений,
дающие ростки, кончики корешков.
Ручные поперечные срезы через кончики корешков дают при обработке
вышеуказанным способом красивую картину митозов с полюсов.
ч Подробное изложение методики окраски уксуснокислым кармином,
а также превращение препаратов в постоянные с заключением в венецианский
скипидар или эупараль см, Гейтлер (1942).
929. Пайнтер (1939) помещает быстро измельченные кусочки
исследуемого органа в жидкость Карнуа на срок от 20 мин. до нескольких часов и
затем окрашивает их в течение 30 мин. в уксуснокислом кармине. Для этого
очень маленькие кусочки объекта осторожно раздавливают под покровным
стеклом. Чтобы получить постоянные препараты, их помещают на несколько
часов в пары спирта, затем в 96-градусный спирт; покровное стекло при
этом спадает, после чего препарат заключают в эупараль.
930. Спиральные структуры хромосом выявляются, между прочим, при
окраске уксуснокислым кармином после предварительной обработки в
течение 5—10 мин. 2"7 или 2"8 М раствором KCN. Кувада и сотрудники (1938)
предлагают для этого еще ряд других химикалиев (например, пары NHa,
КОН 1/300 М, NaOH 1/300 М, NaHCOa 2'8 М и другие).
Штрауб (1943) рекомендует для этого материнские клетки пыльцы Trades-
cantia. Соответствующую стадию (метафаза первого деления созревания)
находят в пыльниках тогда, когда они, утратив зеленый цвет, приобрели легкую
желтоватую окраску, но не успели еще стать интенсивно желтыми.
Содержимое пыльников выдавливают копьевидными иглами на предметное стекло,
так что материнские клетки пыльцы оказываются свободно лежащими на
стекле, сразу покрывают их каплей 20-градусного спирта, на 100 см3
которого прибавляют 1 каплю концентрированного раствора аммиака. Через
30—60 сек. спирт быстро отсасывают фильтровальной бумагой, покрывают
уксуснокислым кармином и накладывают покровное стекло.
931. Видимость структур, окрашенных в красный цвет уксуснокислым
кармином, значительно повышается при употреблении плотного зеленого
фильтра и соответственно более сильного освещения. При этом они выступают
в темных, черных тонах.
932. С давних пор для фиксации мазков применяют. осмиевую кислоту
либо в виде паров, либо в составе различных жидкостей. Важно то, что
осмиевая кислота, как это было установлено М. и В. Льюисами (1915),
А. Мейером (1920) и другими, фиксирует препарат в состоянии, наиболее
сходном с прижизненным; наряду с ядерными структурами она очень хорошо
сохраняет и различные другие клеточные структуры, которые при фиксации
спирт—уксусной кислотой большей частью разрушаются. Важно также
сочетание с методикой мазков; так, по Гейтлеру (1940), при фиксации кусков и
-применении микротомной техники никогда не получаются, даже
приблизительно, такие хорошие результаты, какие дает на мазках осмиевая кислота.
Методика.
а. Приготовление мазков. Мазки приготовляют по 925, для экономии
лучше на покровных стеклах (около 20?<20 мм). < ' '

Исследование клетки и ее составных частей 227
б. Подвергают действию паров 2-процентной осмиевой кислоты бЩе
влажный (!) мазок, помещают его над ней на 10—20 сек. (по Гейтлеру, на
2—5 мин.). При действии парами мазок должен находиться по возможности
ближе к осмиевой кислоте. Для этого целесообразно соорудить следующий
маленький прибор: маленькую стеклянную чашечку диаметром, около 18 мм
и высотой 5 мм укрепляют каплей парафина на небольшой стеклянной
пластинке. Затем в чашечку наливают приблизительно 1 см* 2-процентной
осмиевой кислоты и накрывают сперва пустым покровным стеклом. После этого
чашечку покрывают еще, как колоколом, несколько большим стеклянным
сосудом с пришлифованными краями. Для поддержания в камере влажности
стенки колокола обкладывают влажной фильтровальной бумагой. Для
действия парами колокол приподнимают, покровное стекло убирают, а на его
место кладут мазком книзу препарат, после чего камеру снова прикрывают.
При действии паров осмиевой кислоты изолированные части мазка
фиксируются и закрепляются в своем положении тонкой желатинированной
белковой пленкой наподобие тонкого целлоидинового покрова. Благодаря
этому при дальнейшей обработке не приходится опасаться смывания и т. п.
Осмиевая кислота, употребляемая для действия парами, не должна
содержать уксусной кислоты, пары которой вредно влияют на препарат.
Прибавление, по 281, хромовой кислоты, конечно, безвредно. После
употребления жидкость сливают в маленькую склянку с притертой пробкой. Она
может быть использована многократно.
Действие парами осмиевой кислоты необязательно. Мазки могут быть
помещены и прямо вв.
в. Все еще влажный мазок фиксируют в хром—осмий—уксусной кислоте
по Бенда, 10 мин. (см. 246).
При более толстых мазках, а также при исследовании цитоплазмы
продолжительность фиксации надо увеличить до 30—60 мин. Как правило, не
следует фиксировать дольше, чем это нужно, так как в противном случае
снижается способность к окрашиванию.
933. Гелей (1924) рекомендует фиксировать мазки в смеси сулемы с
осмиевой кислотой по Апати (6-процентный раствор сулемы и 1-процентная
осмиевая кислота (1 : 1); к этому добавляет следы NaJOs). Продолжительность
фиксации от 30 сек. до нескольких минут. ё
934. Методы окраски осмированных мазков. Предварительная обработка
по Гейтлеру (1940). Мазки, зафиксированные по 932, вначале хорошо
споласкивают в обычной воде, сменяя ее 2 раза (по 5 мин. в каждой), и помещают
в дестпллпрованную воду (в чашечке для блоков, мазком книзу). Затем они
поступают в 70-градусный спирт на срок от 0,5 часа до нескольких часов,
так как после этого препараты окрашиваются лучше. Последующее
помещение в 3-процентную перекись водорода (10 мин.) удаляет, если это
желательно, черную и коричневую подкраску, вызванную осмированием.
935. При осмиевой фиксации мазков удаются лишь определенные методы
окраски. Наряду, с железным гематоксилином Гейденгайна сюда, прежде
всего, относятся сафранин—световой зеленый, генциановый фиолетовый по
Граму, и эозин—азур по Гимза.
936. Окраска сафранином—световым зеленым по Гейтлеру. Мазки,
зафиксированные по 932 и предварительно обработанные по 934, помещают
на 10 мин. в сафранин, быстро споласкивают дестиллированной водой,
быстро погружают в 96-градусный спирт и наконец дифференцируют
световым зеленым (15—60 сек.). Затем споласкивают в 96-градусном спирте;
абсолютный спирт; ксилол; бальзам. Результат: хроматин и ядрышки
красные; цитоплазма, веретено, центросомы и прочее зеленые.
Для приготовления растворов по Гейтлеру лучше всего пользоваться
воднорастворимым сафранином: приготовляют насыщенный раствор 'на
15*'

228
Глава XVI
•анилиновой воде; если берут сафранин, растворимый в спирте, то перед
употреблением смешивают насыщенный на 96-градусном спирте раствор
с равным количеством анилиновой воды.
Световой зеленый растворяют в 96-градусном спирте до такой концент-
. рации, при которой «раствор в слое толщиной около 3 см кажется темнозе-
леным».
937. По Гейтлеру, генциановый фиолетовый в основном красит так же,
как сафранин, но во многих случаях, особенно после фиксации парами,
дает несколько более отчетливую окраску. Отпадает также всякая
дифференцировка; окраска производится по определенной прописи и может быть
проведена «вслепую» следующим образом: а) окрашивают в насыщенном растворе
генцианового фиолетового на анилиновой воде (или приготовляют по 703),
10 мин.; б) споласкивают дестиллированной водой; в) помещают в'раствор
иода в йодистом калии (см. 70S) на несколько минут; г) споласкивают
96-градусным спиртом;1 затем помещают в свежий спирт до прекращения
отдачи краски (обычно 1—2 мин.); д) абсолютный спирт, ксилол, бальзам.
Результат: хроматин окрашен интенсивно, ядрышки часто довольно
бледно, цитоплазма едва окрашена или бесцветна.
При бледной окраске сроки окраски и иодирования следует удлинить.
Для получения окраски цитоплазмы препарат после абсолютного спирта
погружают в абсолютный спирт, отчетливо окрашенный в оранжево-желтый
цвет оранжевым G.
Плохо окрашивающиеся препараты Биццоцеро рекомендует. после
окраски генциановым фиолетовым споласкивать около 5 сек. в абсолютном
спирте, а потом помещать на 10 мин. в раствор иода в йодистом калии. Затем
абсолютный спирт, 20 сек., 1-процентная хромовая кислота, 30 сек.; после
этого промывка в абсолютном спирте, ксилол, бальзам.
938. Метод, ядерной окраски раздавленного препарата по Гейтцу.
Этот метод, особенно рекомендованный Гейтцем для молодого pacrafельного
материала, сочетает в себе близкую к прижизненному состоянию фиксацию
осмиевой кислотой с мацерирующим действием горячей соляной кислоты,
благодаря чему окрашенные клетки к окончанию окраски при надавливании
на покровное стекло распределяются тонким слоем.
Методика: а) фиксируют маленькие кусочки в
хром—осмий—уксусной кислоте по Бенда (см. 296), 20—чЮмин.; б) сразу переносят в подогретую
до 60° 1 н. HCl на 10—30 мин.; в) объекты переводят в чашку с водой; т)на
30 мин. помещают в хорошо закрывающуюся склянку с фуксиносернистой
кислотой; д) .исследуют в капле 45-процейтной уксусной кислоты; при этом,
осторожно надавливая на покровное стекло, распределяют клетки Тонким
слоем. _
939. Поведение ядер в переваривающих жидкостях. Слегка
подкисленный раствор пепсина не действует на нуклеин свежих или фиксированных
в спирте ядер. Под влиянием же трипсина ядра растворяются.
940. Для того, чтобы готовый мазок можно быйо наблюдать с обеих
сторон, его заключают между двумя покровными, стеклами, которые
вкладывают в окончатое алюминиевое предметное стекло по Гейденгайну.
Фиксация й окраска кусочков ткани и срезов
941. Для цитологических исследований очень важно, чтобы фиксация
следовала сейчас же за взятием материала из животного, в течение 30 сек.
1(Пайнтер, 1939; Минучи, 1927; Краллингер, 1921), так как «с прекращением
равномерного тока крови в ткани, в клетках начинаются автолитические
процессии которые приводят прежде всего к склеиванию хромосом при митозе».
-Кусочки должны иметь в поперечнике не более 3 мм, но длительного прдрав-

Исследование, клетки и ее составных частей
229
нивания их ножом нужно избегать. При фиксации половых клеток семенника
лучше отпрепаровывать с поверхности среза отдельные канальцы и
фиксировать их тотально.
942. К наиболее употребительным фиксаторам для ядерных и цито-
плазматических структур относится жидкость Флемминга, особенно в
модификации по Бенда (см. 296) и по Шампи (см. 298). Продолжительность
фиксации 24 часа. После этого столь же длительная промывка в проточной воде
или в спирте по 943. Важны небольшие размеры кусочка (максимальная
толщина 3 мм), в противном случае структуры внутри него сохранятся
неудовлетворительно .
Прибавления мочевины, рекомендуемого Хенсом (см. 290) и Алленом
(см. 310),при исследовании хромосом лучше избегать, так как она
оказывает на них склеивающее действие (Минучи, 1927; Краллингер, 1931).
943. Жидкость Буэна также очень хорошо фиксирует ядерные
структуры, особенно в модификации Краллингера (1931) (насыщенного водного
раствора пикриновой кислоты 75 см, формалина 25 см, ледяной уксусной
кислоты 1—Зсм, кристаллической хромовой кислоты 1 г). Кусочки помещают
в жидкость, нагретую до температуры тела, и дают ей медленно остыть.
Приблизительно через 18 час. Краллингер промывает кусочки в проточной
воде 24 часа или, лучше, в 10-градусном спирте, который сменяет около
10 раз.
944. В тех случаях, когда желательно иметь по возможности ясное,
четкое образование осадков, с успехом применяют также сулемовые
смеси (например, смеси Ценкера, см. 336; Гелли, см. 337, Штиве, см. 333).
Кроме того, рекомендуют жидкость Санфеличе (1-процентной хромовой
кислоты 160 см, формалина 80 см2, ледяной уксусной кислоты 10 см3);
продолжительность фиксации 24 часа; затем 48 час.—в многократно сменяемой воде;
Гутгерц (1922). Часто применяют, особенно для беспозвоночных, смеси
Петрункевича (см. 341) и Карнуа (см. 226).
Для микрохимических, красочно-аналитических и подобных им
исследований используют прежде всего фиксацию в абсолютном спирте
или же иногда в смеси Карнуа; употребляют также высушивание на
холоду по 350.
945. Для демонстрационных целей пригодны тотальные препараты
митоза в эпителии роговицы и жаберных пластинках молодых личинок тритонов
и саламандр. Чтобы получить препарат с большим количеством митозов,
только что пойманных животных заставляют несколько дней голодать в
маленьком аквариуме, а затем дают им обильный корм. Через 3 дня фиксируют
по Гелли. Доводят до 70-градусного спирта, к которому добавляют раствор
Люголя, пока вЬ прекратится обесцвечивание. Отделяют голову и
переносят обратно в-воду. 0,25-процентный раствор гипосульфита. Промывка
в обычной воде, затем дестиллированная вода. Роговицу обрезают
по границе со склерой остроконечными ножницами и затем отделяют
пинцетом. Жаберные пластинки сперва отпрепаровывают вместе с
жаберной дугой и лишь потом отделяют от нее. Окраска гемалауном,
гематоксилином Делафильда или кармином. Проведение через спирты
п т. д. Цедакс. (Роговица выпуклой стороной должна быть обращена
к покровному стеклу!)
Ядра слюнных желез личинок мотыля. Для
изолирования слюнных желез острым лезвием перерезают тело личинки позади
второго сегмента тела. Тогда железы высовываются в виде двух прозрачных
пузырьков п их можно извлечь целиком препаровальными иглами
(прижизненные псследованйя в парафиновом масле, см. 915). Этим способом
обезглавливают на покровном стекле несколько личинок, отпрепаровывают
слюнные железы п пускают'покровное стекло объектом книзу плавать в течение '

Глава XVI
нескольких часов ца смеси Карнуа или Санфеличе. После промывки нукле-
альная реакция (см. 1233—1240): 1 н. соляная кислота при 60°, 25 мин.
(Санфеличе) или 7—10 мин. (Карнуа); фуксинсернистая кислота, 15 мин.;
вода с S02 (сменяют 3 раза, по 5 мин. в каждой); затем вода и 30-, 60-, 80- и
96-градусные спирты по 30 мин. в каждом; ксилол, 30 мин.; цедакс.
Для получения кончиков корешков на ночь намачивают семена гороха,
затем помещают их в чашку Петри на сложенную вчетверо влажную
фильтровальную бумагу ^ покрывают двумя слоями влажной фильтровальной
бумаги и закрывают чашку крышкой. Прорастание происходит в течение"
немногих дней. У гиацинтов и обыкновенного лука острым ножом со дна
луковицы срезают слой, и луковицу помещают в сосуд с водой таким образом,
чтобы вода только лишь касалась ее дна. Обыкновенный лук- уже через
1—2 дня выпускает корешки длиной 5—8 мм. Отрезают кончики корней
длиной около 5 мм. Чтобы получить возможно большее количество
ядерных делений, исследуемое растение ставят на ночь на холод и на
другое утро переносят в тепло. Кончики корешков берут в обработку
через 2—3 часа (Губер, 1942).
946. При цитологических исследованиях как обезвоживание, так и
заливку нужно проводить особенно тщательно. В первом случае
целесообразно поступать по 365. Заливку в парафин производят через
метилбензоат—целлоидин по 392. Этот метод дает такие же результаты, как и значительно более
хлопотливый способ Е. Аллена (см. 2175). Температура в термостате не
должна быть выше 58—60°. Еще лучше заливать в целлоидин—парафин по 463,
464 или 466f
947. Методы окраски срезов. Исключительно ясные картины дает
железный гематоксилин Гейденгайна (см. 672). В отличие от многих других
красящих растворов, он дает хорошую окраску и после фиксаторов,
содержащих осмий. Железный гематоксилин Гейденгайна окрашивает не только
хроматин, поэтому к оценке получающихся картин следует, конечно,
подходить критически. Дополнительную окраску часто можно опустить, так
как обычно и без нее структуры видны ясно.
Краллингер* применяя железный гематоксилин Гейденгайна к окраске
хромосом, производит окраску повторно: 5-процентный раствор железных
квасцов 24 часа; ополаскивание водой, свежий раствор гематоксилина 24 часа;
полное извлечение краски в 0,5-процентном растворе железных квасцов;
ополаскивание водой; еще раз окраска и затем дифференцировка в 0,5-про-
ценТном растворе железных квасцов; 2-часовая промывка в воде.
Очень употребительны гематоксилиновые растворы, окрашивающие про»
грессивно, как, например, гемалаун, гематоксилин Делафильда. В особен^
ности последний дает очень ясные картины при прогрессивной окраске
р сильно разбавленных растворах или также в сочетании с последующей
дифференцировкой в очень слабом растворе квасцов (например, в 0,1-про-
цецтном, см. 657),
948. Хорошие результаты дает также окраска бразилином по Хик-
сону (1901)* особенно' после фиксации в жидкостях, содержащих хром.
Она делает хорошо видимой, наряду с ядерными структурами, и цитоплазму.
Проведение окраски; а) срезы протравляют 1—3 часа в
1-процентном растворе железных квасцов на 70-градусном спирте (1 г железных
квасцов растворяют в 23 см2 дестиллированной воды и затем приливают
77 см? 90-градусного спирта. Раствор сохраняется лишь несколько дней);
б) быстрая промывка в 70-градусном спирте; в) окраска в 0,5-процентном
растворе бразилина на 70-градусном спирте в течение 3—16 час; г) промывка
в 70-градусном спирте; обезвоживание; ксилол; бальзам.
Гутгерц (1922) хвалит окраску бразилином, которая соединяет в себе
четкость, сходную с получаемой при окраске железным гематоксилином,

Исследование клетки и ее составных частей
231
с богатством оттенков черно-коричневого и коричнево-фиолетового цветов
как при окраске цитоплазмы, так и при окраске ядерных структур, что
особенно красиво выступает после фиксации по Санфеличе (см. 944).
949. Очень чистую и ясную окраску хроматина дают различные
искусственные протравные красители С. Бехера; в первую очередь галлоцианин—
хромовые квасцы (см. 734), галламиновый синий—натриевые квасцы (см. 736)
и нафтазарин—хлористый алюминий (см. 737); кроме того, хромовые квасцы—
^ кармин по Фигу (см. 638), окрашивающий в черно-синий тон.
950. Обет (1899) после сулемовых фиксаций окрашивает сразу
цельные кусочки в течение 16—17 час. борным кармином. Затем окраска срезов
сильно разведенным водным раствором светового зеленого. Результат:
хроматин красный, ядрышки зеленые.
951. Нуклеальная окраска (см. 1234) дает прекрасную четкую окраску
хроматина даже при фиксациях смесями Шампи или Флемминга, после
которых обычные методы окрашивания часто приводят к неудаче.
Преимущество нуклеального метода состоит в том, что он, в отличие от многих
других способов окраски, всегда оставляет неокрашенными истинные
ядрышки, которые лишены тимонуклеиновой кислоты. ^г
952. Для препаратов, фиксированных осмием, зачастую рекомендуют
окраску ядер сафранином (см. 961). Срезы, красившиеся 24 часа в.
сафранине и промытые в воде, Бенда дифференцирует для дополнительной
окраски 1-процентным раствором светового зеленого в 96-градусном спирте.
Затем абсолютный спирт, ксилол, бальзам (см. также 936).
Об окраске сафранином с генциановым фиолетовым см. 961.
953. Окраска по Гимза на фиксированных осмием препаратах также
часто дает хорошие результаты, хотя и в несколько измененных тонах.
Цитоплазма тоже хорошо выявляется.
954. Ядрышки, в зависимости от фиксации и окраски, бывают базофиль-
ными, оксифильными или нейтральными. Поэтому окраску ядрышек нельзя
расценивать как выражение определенного состава веществ или как
указание на специфическую реакцию (Герш, 1940). Так, давно известно, что при
окраске каменноугольными красителями препаратов, фиксированных осмием,
во многих случаях наступает обращение окраски, поэтому, например,
метиловый зеленый—пирониц окрашивает хроматин в красный цвет, а ядрышки—
в зеленый.
955. Для исследования ядер на фиксированном препарате в
флуоресцентном микроскопе особенно рекомендуют окраску корифосфином
О (1 : 10 ООО, несколько минут). Если сразу после этой окраски поместить
срезы на несколько секунд в солянокислый розанилин (фуксин, 1 : 10 ООО),
то получается двойная окраска (хроматин яркий зеленовато-желтый, ядрышки
оранжевые, протоплазма тёмнокрасная; Букач и Гайтингер, 1940).
При фиксации препаратов, предцазначенных для наблюдения в
флуоресцентном микроскопе, нужно избегать жидкостей, содержащих соли
тяжелых металлов (сулема!), так как последние уничтожают флуоресценцию.-
956. В хромосомах, после предварительной обработки спиртом, в
соответствующих случаях удается обнаружить двойное лучепреломление.
Подробнее об этом простом способе см. В. И. Шмидт (1939а).
О двойном лучепреломлении кариоплазмы, цитоплазмы и метаплазмы
см. В. И. Шмидт (1937, 1939b, 1941), о двойном лучепреломлении ядерной
оболочки см. В. И. Шмидт (1939с), ядерного веретена см. В. И. Шмидт
(1940а).
Обзор работ по поляризационной микроскопии см. В. И. Шмидт
{1938. 1940).
О субмикроскопической морфологии протоплазмы см. далее Фрей-
Висслинг (1938), Рис (1940).

232
Глава XVI
ЦЕНТРОСОМА, ВОЛОКНА ВЕРЕТЕНА, ГРАНУЛЯРНЫЕ
И ФИБРИЛЛЯРНЫЕ СТРУКТУРЫ ЦИТОПЛАЗМЫ
957. Для прижизненных наблюдений над ахроматиновыми
структурами клетки пригодны сперматоциты из семенников бабочек (особенно
виды Lymantria), яйца пиявки Piscicola (получают с рыбоводческих
заводов), свободно живущих круглых червей, например видов Rhabditis
(см. Беляр, 1924), и т. п. Для исследований на фиксированных препаратах
рекомендуются, кроме того, яйца Ascaris megalocephala, морских турбелярий
(Thysanozoori),' Rhynchelmis и т. п.
958. Для фиксации применяют, прежде всего, жидкость Флемминга,
затем сулему с азотной кислотой по Петрункевичу, жидкость Ценкера
с формалином и т. п.
959. Окраска центросом получается легче всего железным
гематоксилином (см. 672) после фиксации в жидкостях, содержащих сулему, особенно же
если в соответствии с предложением М. Гейденгайна срезы предварительно
прокрасить в 0,1-процентном растворе бордо R. В таком случае протоплазма
и хроматин дифференцируются скорее, чем центросома. Дифференцировку
под конец целесообразно проводить в очень разбавленном растворе
железных квасцов, следя за ее ходом под микроскопом (лучше всего с водной
иммерсией).
960. При помощи железного гематоксилина можно также выявить нити
веретена и другие гранулярные и фибриллярные структуры цитоплазмы.
Для дополнительной окраски, если она вообще требуется, кроме бордо R,
весьма пригодны оранжевый G и световой зеленый.
961. Центросома, нити веретена, лининовые нити, полярная
лучистость и т. п. превосходно выявляются предложенной Флеммингом (1891,1895)
окраской сафранин—генциановый фиолетовый—оранжевый. При проведении
этой методики лучше руководствоваться указаниями Винивартера (1908,.
1923), которые положены также в основу нижеследующей прописи.
Предварительная обработка. Этот метод лучше всего
удается после фиксации жидкостью Флемминга с прибавлением мочевины
или без нее (см. 290). На поверхности кусочка ткани при фиксации должно
быть возможно меньше крови. Материал может без вреда лежать во флем-
минговской жидкости месяцами и даже годами. Напротив,
продолжительное хранение препаратов, залитых в парафин, по Винивартеру, ухудшает
результаты окраски. После фиксации 24 часа тщательно промывают
в проточной воде. Препараты следует держать в спирте недолго и сразу
заливать в парафин; по Винивартеру, лучше всего через кедровое масло
(см. 416).
Если срезы приготовляют только через несколько лет, то для
восстановления способности к окраске их помещают после наклеивания на 24 часа
в жидкость Флемминга. Наклеенные парафиновые срезы, относящиеся
к материалу, фиксированному другими способами, также становятся более
или менее пригодными, если их поместить на 24 часа в жидкость Флемминга
и затем 20 мин. промывать в проточной воде.
По Штиве (1920), после фиксации в сулеме с уксусной кислотой и при
употреблении сафранина на анилиновой воде (см. 694) протравлять осмием
не нужно.
Приготовление растворов.
а. Раствор сафранина. Для получения удачной окраски решающее
значение имеет качество сафранина. Я получал прекрасные результаты
сафранином G extra, который рекомендуется Винивартером. 10 г этого
сафранина растворяют в 155 смв 96-градусного спирта и 145 см*
дестиллированной воды. Этот основной раствор может долго сохраняться; по Вицивар-

Исследование клетки и ее составных частей
233
теру, он со временем даще становится лучше. Для окраски 20 см3 основного
раствора разбавляют 80 см3 50-процентного спирта.
б. Раствор генцианового фиолетового. Растворяют 1 а генцианового
фиолетового в 110 см3 дестиллированной воды.
в. Раствор оранжевого G. Для приготовления основного раствора
растворяют 1 г оранжевого G в 200 см3 дестиллированной воды. Для
окраски разбавляют 10 см3 основного раствора в 100 см3
дестиллированной воды.
Проведение окраски.
а. Срезы из дестиллированной воды помещают на 24 часа в указанный
выше разбавленный раствор сафранина, в котором, срезы должны полупить
яркую, интенсивную, но прозрачную красную окраску. Если они становятся
черно-красными или коричнево-красными, то раствор следует еще немного
развести 50-процентным спиртом. Это может быть также признаком того,,
что взята неподходящая марка сафранина.
б. Споласкивают водой около 30 сек.
в. Помещают в раствор генцианового фиолетового на 24 часа, в
котором препараты должны приобрести темнофиолетовую окраску; если они
кажутся почти черными, то раствор красителя нужно разбавить.
г. Споласкивают дестиллированной водой, сменяемой 2—3 раза.
д. Погружают в разбавленный раствор оранжевого G на 30 сек.
(см. ниже). "
е. Погружают в подкисленный абсолютный спирт (на 100 см3
абсолютного спирта 6 капель смеси равного количества абсолютного спирта и
соляной кислоты) максимум на 2—3 сек. (не больше! Очень важно!) При первом:
появлении фиолетового облачка сразу же вынуть.
ж. Чистый абсолютный спирт для удаления избытка кислоты и краски;
около 30—60 сек.
з. Медленно дифференцируют в гвоздичном масле, на 100 см3 которого-
прибавлено 5 см3 абсолютного спирта. Повышая или снижая количество
прибавляемого спирта, можно, по желанию, ускорить или замедлить
течение дифференцировки. Дифференцируют до тех пор, пока срезы не
сделаются в участках, богатых ядрами, макроскопически синими, а в участках,,
бедных ядрами,—оранжево-желтыми.
и. Удаляют спирт чистым гвоздичным маслом.
к. Чтобы масло стекло, предметные стекла ставят в закрытый пустой
стаканчик для окраски.
' л. Смывают гвоздичное масло в многократно сменяемом ксилоле и
помещают в канадский бальзам.
Результат: цитоплазма и цитоплазматические структуры
окрашены в различные желтовато-коричневатые тона. Хроматин покоящихся
ядер темносиний, хромосомы в фигурах деления тёмнокрасные. Хроматин:
дегенерирующих ядер (в стадии покоя или во время деления) всех оттенков,
от грязного коричнево-красного до фиолетового цвета. Ядрышко ярко-
красное. Эритроциты красные. Жир после осмиевой фиксации черный.
962. Для получения типичного эффекта окраски очень существенна
надлежащая концентрация раствора оранжевого. Так как различные
фабричные марки неодинаковы, то оптимальную концентрацию устанавливают
эмпирически. Лучше всего сначала испробовать вышеприведенную
концентрацию, соответствующую разведению 1 : 2 000, и окрашивать в ней
ровно 30 сек. Если в готовом препарате желтоватый тон окажется слишком
слабым,, то концентрацию увеличивают (например, 1 : 1 500 или 1 : 1 000),
в противном случае ее еще более снижают (до 1 : 5 000). Для
эмбрионального материала часто требуются более высокие концентрации. Правильно
приготовленный раствор можно использовать в течение длительного времени.

234
Глава XVI
Подкраска раствора следами генцианового фиолетового в синий цвет не*
нарушает его действия.
Лучшим признаком хорошей окраски сафранином служит яркокрас-
ный цвет эритроцитов на готовом препарате. Кроме упомянутого выше
сафранина, Винивартер рекомендует также «сафранин Грюблера чистый»;
Винивартер растворяет 1 г в 100 см3 50-процентного спирта.
Если на готовом препарате синяя окраска; ядра слишком слаба, то это
большей частью зависит от слишком длительного воздействия подкисленного
спирта.
Вместо гвоздичного масла я некоторое время употреблял терпинеол,
но Теперь для этих целей снова вернулся к гвоздичному маслу.
Этот превосходный метод окраски дает хорошие результаты только в том
# случае, если точно следовать прописи. Существующие многочисленные
модификации излишни.
963. На препаратах, фиксированных формалином, удается выявить
центросому методом Ачукарро (см. 1547) с модификацией Рио Хортега
<1916Ь).
964. Для выявления в клетке межгранулярной сети Альтман (1892)
помещает свежие кусочки ткани на 24 часа в смесь: молибденовокислого
аммония 2,5 г; хромовой кислоты 0,25—1 г; дестиллированной воды 100 см3.
Через 24 часа переносят прямо в спирт и т. д. Окраска, как обычно, в
гематоксилине, генциане и т. п.
965. Унна (1928) различает в протоплазме гранулоплазму и спонгио-
плазму. Для окраски первой он употребляет синий полихром (см. 1415);
для выявления спонгиоплазмы он удаляет гранулоплазму, помещая срезы
в 2-процентный раствор поваренной соли; затем 3 мин. окрашивает
0,5-процентным водным раствором бордо; после этого промывает в воде;
гемалаун и т. д.
ВЫЯВЛЕНИЕ МИТОХОНДРИЕВ (ХОНДРИОСОМЫ, ПЛАСТОСОМЫ)
966. Для прижизненного наблюдения митохондриев особенно
пригодны растительные клетки. Очень подходят для этой цели эпидермис
околоцветника тюльпана и сабельника (Гийермон, 1919), а также пазушные
чешуйки молодых листочков элодеи. Наблюдают в 7,5—10-процентном
растворе тростникового сахара.
967. Очень хорошо видны, митохондрии также в культурах ткани,
в клетках тонких хрящевых пластинок личинок амфибий и т. п. Терни .(1914)
рекомендует половые клетки Geotriton fuscus. Прижизненную окраску лучше
всего дает янус зеленый (а также далия или метиловый фиолетовый).
(Подробности см. 780 и 781.) Весьма подходящим красителем для
прижизненной окраски митохондриев является родамин В. По Штруггеру (1938),
он для них полностью безвреден, но требует наблюдения в флуоресцентном
микроскопе (см. 924).
968. Форма митохондриев зависит от осмотических условий и
окружающей среды. При изотонии преобладают длинные и тонкие изящные
нити, при гипертонии находим угловатые глыбки, при гипотонии
происходит набухание и превращение в капли. Изменяя соответствующим
образом концентрацшо NaCl, можно в клетках одного и того же вида
получить все возможные формы митохондриев. Превращение митохондриев
в каплевидную форму можно спутать с образованием в клеточной
протоплазме вакуолей (Банг и Сьёвалль, 1916; Аничков, 1923; Гирш, 1939,
и Якобе, 1927).
Изменения температуры также сильно влияют на митохондрии. Уже
однократное замораживание печени в С02 вызывает их изменение (Дуайон

Исследование клетки и ее составных частей
235
fe Поликар, 1912). Так же быстро меняется их форма прп нагревании. При
нагревании нефиксированного препарата до 47° митохондрии исчезают
в течение 20—30 мин.; после же фиксации по Рего они'выдерживают
нагревание до 200° (Меола, 1934).
Методы фиксации
969. Предварительное условие удачной фиксации состоит в том, что
необходимо использовать материал в. свежем виде и фиксировать по
возможности более мелкие кусочки органов. При этом следует тщательно избегать
всяких повреждений от надавливания пинцетом или любого сдавливания
объекта. В клетках, прилегающих непосредственно к поверхности среза,
митохондрии часто бывают разрушены. При несоответствующей фиксации
в них также очень легко наступают искусственные изменения, как,
например, распад на зерна, уменьшение в числе, переход зерен в пузырьки. Из
большого числа предложенных фиксирующих жидкостей в дальнейшем изложении
сбудут приведены лишь испытанные и надежно работающие. Чаще всего
употребляют жидкости Шампи (см. 972) и Рего (см. 976); в обоих ^митохондрии
сохраняются превосходно. Какой из методов следует предпочесть, зависит
от материала.
ФИКСИРУЮЩИЕ ^ИДКОСТИ С ОСМИЕВОЙ КИСЛОТОЙ
970. Метод Венда (1901, 1903): а) фиксируют 8 дней в смеси 1-процент- .
ного водного раствора хромовой кислоты 15 см3, 2-процентной осмиевой
кислоты 4 см3, ледяной уксусной кислоты 2—5 капель; б) промывают*около
1 часа в дестиллированной воде, затем переносят в Acetum pyrolignosum
rectificatum (древесный уксус) с 1-процентной хромовой кислотой (смесь
равных количеств); через 24 часа споласкивают дестиллированной водой;
в) помещают в 2-процентный водный раствор бихромата калия на 1—3 дня;
г) 24-часовая промывка, обезвоживание в спиртах возрастающей крепости,
заливка в парафин. Окраска по Бенда (см, 996), Гейденгайну (см, 986) или
Куллю (см. 994).
971. Для нежного эмбрионального материала (например, зародышевый
диск цыпленка) рекомендуется жидкость Мевеса: 0,5-процентной хромовой
кислоты, растворенной в 1-процентном растворе хлористого натрия 15 см3,
2-процентной осмиевой кислоты 4 см3, ледяной уксусной кислоты 3 капли.
Продолжительность фиксации 1—8 дней.
972. Модификация по Шампи: 3-процентного раствора бихромата
калия 7 см3, 1-процентной хромовой кислоты 7 см3, 2-процентной осмиевой
кислоты 4 еле3. Продолжительность фиксации 24—48 час; затем
дополнительное хромирование по Бенда (см. 970) или Рего (см. 976). По Куллю (1913),
этот метод фиксирует лучше всех остальных.
973. Бенсли (Коудри, 1913) фиксирует в смеси: 2,5-процентного
раствора бихромата калия 16 см3, 2-процентного раствора осмиевой кислоты 4 см3,
ледяной уксусной кислоты 1—2 капли. Продолжительность фиксации 2—
4 часа. Промывка в дестиллированной воде 1 час; затем 50-, 7.0- и
96-градусные спирты и абсолютный спирт по 24 часа и заливка в парафин через
бергамотное масло.
974. Очень хорошо фиксирует далее жидкость Альтмана: 2-процентная
осмиевая кислота с 5-процентным водным раствором бихромата калия
в равных частях. Продолжительность фиксации 24 часа; затем промывка
в проточной воде, спирт и т. д.
975. Фиксацию и окраску по Шульце см. 684.

236
Глава XVI
ФИКСИРУЮЩИЕ ЖИДКОСТИ БЕЗ ОСМИЕВОЙ КИСЛОТЫ
976. Рего для фиксации своим наиболее употребительйым методом
приготовляет свежую смесь из 80 см3 3-процентного раствора бихромата
калия и 20 см3 формалина. Продолжительность фиксации 4 дня; жидкость
ежедневно сменяют на свежую; затем в течение 8 дней дополнительное
хромирование в 3-процентном растворе бихромата калия или по Венда
(см. 970). После этого 24-часовая промывка в воде и т. д.
Часто бывает достаточно уже 3-дневное хромирование в 3-процентном1
растворе бихромата калия.
Этот способ в сочетании с методами окраски, приведенными ниже
(см. 986—990), дает весьма надежные, превосходные результаты.
Фиксирующая смесь, употребляемая Рего, соответствует, впрочем, довольно точно
жидкости, первоначально предложенной Копшем (3,5-процентный раствор
бихромата калия вместо 3-процейтного). О других методах см.
оригинальную работу Рего (1910).
Во всех жидкостях, приведенных в 976—979, формалин следует
прибавлять лишь непосредственно перед употреблением. Лучше всего брать
формалин, нейтрализованный с помощью СаС08 (см. 257).
977. Кольстер (1911) фиксирует в смеси: 5-процентного раствора
бихромата калия 40,0%; 2-процентного раствора, хромовых квасцов 40,0%;
формалина 20,0%. Продолжительность фиксации 24 часа; затем на 3 дня в
такой же раствор, но без прибавления формалина. После этого 24-часовая
промывка в воде и т. д.
978. Дюбрель (1913) рекомендует: сулемы 5 г, бихромата калия 3 гт
воды 90 см3 и формалина 10 см3. Фиксировать 3—4 дня, затем 10—15 дней
в 3-процентном растворе бихромата калия.
979. Кийоно (1914) фиксирует в формалине или по Гелли (24 часа),
промывает в течение нескольких часов и 2 дня хромирует в жидкости:
бихромата калия 5 г, хромовых квасцов 2 г, воды 100 сие8. Промывка в воде
24 часа и т. д. После этой фиксации, которая, повидимому, удается также
и на более крупных кусочках, можно окрашивать и по Альтману.
980. Хромирование для выявления митохондриев весьма
рекомендуется, но оно не является безусловно необходимым. Ромейс (1912) и осо^
бенно Банг и Сьёвалль (1916) показали, что митохондрии могут
окрашиваться железным гематоксилином и после фиксации формалином (неразведен-
ный 40-процентный формалин или 1 : 1—4 частей воды).
Заливка
981. Так как желательно иметь тонкие срезы (2—4 |х, самое большее 5 ja),
то лучше всего производить заливку в парафин; целесообразно вести eew
через метилбензоат — целлоидин — бензол по 392. Проведение препаратов
через ряд спиртов и бензол нужно по возможности, ускорить (в бензоле
около 2x5=10 мин.), так как митохондрии при длительном пребывании
в этих жидкостях утрачивают липоиды и вследствие этого хуже
окрашиваются.
982. Некоторые авторы (например, Ватанабе, 1925) на этом
основании рекомендуют вообще избегать проведения через сильно растворяющие
жиры промежуточные жидкости такие, как бензол, ксилол и т. п. Ватанабе,
подобно О. Шультце (см. 684), проводит препараты из абсолютного спирта
через кедровое масло. Я лично не заметил никакой разницы между
препаратами, полученными этими методами и залитыми через метилбензоат—
целлоидин. ' \ *

Исследование клетки и ее составных частей
237
Отбеливание.
983. После фиксации в жидкостях, содержащих осмий, окраска
митохондриев часто удается легче и отчётливее в том случае, если
освобожденные от парафина срезы перед окраской отбелить по Люстгартену—Палю.
Для отбеливания срезы переносят из воды на 4 мин. в 0,25-процентный
раствор перманганата калия, затем на такой же срок в смесь равных
количеств 1-процентной щавелевой кислоты с 1-процентным раствором сернисто-
кислого калия; после этого промывка в проточной или часто сменяемой воде
{Рубашкин, 1910, Мевес, 1914). Коудри (1914) помещает препараты на 30 сек.
в 1-процентный раствор перманганата калия и затем на 30 сек. в
5-процентную щавелевую кислоту.
После фиксации по Рего и в сходных жидкостях отбеливание также^
может быть полезным. При этом можно сократить срок хромирования или
опустить его совсем.
Методы окраски
984. Наиболее легкой и в то же время наиболее стойкой является
окраска железным гематоксилином. Для окраски можно использовать один
из методов, изложенных ниже (см. 986—990). При истолковании
окрашенных структур нужно учитывать, что, кроме митохондриев, железный
гематоксилин может окрашивать в сходный тон еще и другие составные части
препарата. При методах Альтмана (см. 991), Купля (см. 994) и Коудри (см. 995)
для выявления митохондриев применяют кислотный фуксин. Эти методы
дают ясные превосходные по окраске картины, но, к сожалению,
малоустойчивые. Преимущество метода Кулля состоит в том, что он выделяет
митохондрии от секреторных гранул, а также по-иному окрашивает ядра. Окра-
ока кристаллическим фиолетовым по Бенда (см. 996), хотя и самая красивая,
но применяется редко, так как в техническом отношении она наиболее
трудная. Эта окраска получается удовлетворительно лишь при точном
соблюдении прописи фиксации Бенда (см. 970).
985. При всех методах окраски митохондриев для получения удачного
результата важно, чтобы срезы были по возможности более тонкими (2 р.,
самое большее 5 р.). Можно, конечно, окрашивать и более толстые срезы;
однако в этих случаях структуры обычно накладываются друг на друга
так сильно, что препарат и при правильной дифференцировке оказывается
слишком темно окрашенным и неясным.
ОКРАСКА ЖЕЛЕЗНЫМ ГЕМАТОКСИЛИНОМ
986. Окраска железным гематоксилином возможна после всех
фиксаторов, приведенных в 970—979. Ее чаще всего проводят по способу,
изложенному в 672. При удачной окраске митохондрии выступают резко
окрашенными в черный цвет.
К раствору гематоксилина Гейденгайна Секи (1938) рекомендует
прибавлять 3—5% карболовой кисДоты. Раствор красителя сразу годен
к употреблению, но быстро перезревает и уже через 2 недели начинает
окрашивать несколько хуже.
987. Раствор железных квасцов нужно приготовлять из фиолетовых
невывётрившйхсяГ кристаллов. Ускорять растворение следует не
нагреванием, а лишь растиранием в ступке.
988. Рего (1910) протравляет наклеенные, иногда покрытые коллодием
срезы ц 5—15-процентном растворе железных квасцов в течение 8—10 дней
■при комнатной температуре (или 1—4 дня при 35°); затем промывает
Несколько минут, в дестиллированной (!) Ъоде и окрашивает 24 часа,

238
Глава XVI
гематоксилином (1 г гематоксилина в 10 см3 абсолютного спирта; после
растворения приливают 10 см3 глицерина и 80 см3 дестиллированной
воды). Дифференцировка в 5-процентном растворе железных квасцов.
Результат, как в 986.
Для протравления срезов в растворе железных квасцов обычно
достаточно 24 час. при 35°,
989. Ускоренный способ Гирша и Бретшнейдера (1938).
Освобожденные от парафина срезы протравляют 0,5—1 час в термостате (56°), в
3-процентном растворе железных квасцов (каждый раз приготовляемом заново);
затем быстро споласкивают в дестиллированной воде и окрашивают тоже
в термостате 10—20 мин. в подогретом зрелом растворе гематоксилина
Гейденгайна. После этого споласкивают холодцой водопроводной водой
и дифференцируют слегка подкрашеннуто протоплазму в очень разведенном
растворе железных квасцов. Митохондрии темные сине-черные на светлом
фоне.
990. Коудри (1913) получал четкие темносиние митохондрии на светлом
фоне следующим методом (фиксация по Бенсли 973 или Альтману 974)i
а) срезы помещают из .воды в насыщенный водный раствор уксуснокислой
меди на 5 мин.; б) промывают в многократно сменяемой дестиллированной
воде, 1 мин.; в) 0,5-процентный водный раствор гематоксилина, 1 мин.
(приготовляют из 10-процентного спиртового основного раствора); г) спола-
. скивают в дестиллированной воде; д) 5-процентный водный раствор
нейтрального бихромата калия, 1 мин. Срезы должны стать в нем темносиними. Если
срезы приобрели лишь светлосинюю окраску, то их споласкивают в
дестиллированной воде и снова обрабатывают до тех пор, пока они не перестанут больше
темнеть; е) промывают в дестиллированной воде и снова переносят на
несколько секунд в уксуснокислую медь, чтобы превратить весь краситель
в медный лак; ж) промывают в воде несколько минут; з) дифференцируют
под микроскопом в смеси: буры 3 г, красной кровяной соли (железосинероди-
стый калий) 5 г, дестиллированной воды 600 см3; и) 6—8-часовая промывка
в обычной воде; к) обезвоживание; ксилол; бальзам.
МЕТОДЫ ОКРАСКИ С КИСЛОТНЫМ ФУКСИНОМ
991. Окраска по Альтману (по Мевесу, 1911). Срезы (не толще 5 \ь}
приклеивают белковой водой и после удаления парафина наносят на них
толстый слой кислотного фуксина на анилиновой воде (см. 992); затем
срезы нагревают над маленьким пламенем до появления паров и остужают.
Это повторяют 1—2 раза; после окончательного охлаждения избыток
раствора красителя сливают. (Вместо этого можно также поместить срезы
на 30 мин. в раствор красителя, нагретый до 60° в термостате.) Для
дифференцировки служит пикриновая кислота, лучше всего в концентрации,
рекомендуемой Р. Метцнером. Раствор I: пикриновая кислота, насыщенная на.
абсолютном спирте 10 см3, 20-градусный спирт 40 см3. Раствор II:
пикриновая кислота, насыщенная на абсолютном спирте 10 см3, 20-градусный спирт
70 см3. Первым раствором наполняют два стаканчика: один, чтобы смыть
избыток раствора красителя (около 15 сек.); второй—для следующей за этим
дифференцировки. Дифференцировку заканчивают в третьем стаканчике
с раствором II (1—3 мин.). После этого основательно промывают в
96-градусном спирте. Абсолютный спирт, ксилол, бальзам. Результат:
митохондрии—резко красные на желтоватом фоне. Этот метод особенно
рекомендуется после фиксации по Альтману (см. 974), но удается и после фиксаций*
;по 970—973.
Наибольшую трудность представляет дифференцировка в пикриновой
кислоте. Если она прервана слишком рано, то митохондрии и протопдазма

Исследование клетки и ее составных частей
239
остаются окрашенными в одинаковый красный цвет; если она прервана
слишком поздно, то митохондрии уже недостаточно выделяются на фоне
обесцветившейся протоплазмы.
992. Приготовление раствора красителя. В 400 см8 анилиновой воды
(см. 617) растворяют 20 г (по Дюсбергу, 10 г) кислотного фуксина. Так как
стойкость раствора очень ограничена (около 24 час), то лучше
приготовлять лишь 10 сие8.
993. Секи растворяет ,5 г кислотного фуксина не в анилиновой воде,
а в 100 см3 3—5-процентного раствора карболовой кислоты. Этот раствор
должен, повидимому, красить значительно лучше, чём оригинальный
раствор. Секи рекомендует его и для метода Кулля.
994. Метод Кулля (1913): а) окрашивают кислотным фуксином
Альтмана (см. 992) при нагревании до появления паров; б) остужают 6 мин.;
затем быстро смывают избыток краски дестиллированной водой; в)
окрашивают в 0,5-процентном водном растворе тионина или толуидинового синего
(1—2 мин.); г) споласкивают дестиллированной водой; д) дифференцируют
в 0,5-процентном растворе ауранции на 70-градусном спирте (20—40 .сек:);
контроль под микроскопом; е) 96-градусный спирт, абсолютный спирт,
ксилол, бальзам. Результат: митохондрии синевато-красные,
хроматин синий, цитоплазма желто-коричневая, желточные зерна сине-красные.
Модификацию этого метода см. в 1016.
995. Метод Коудри (1918). Фиксация по Рего (см. 976). Парафин.
Отбеливание перманганатом—щавелевой кислотой 30 сек. по 983 (см. также
ниже),дестиллированная вода, 1 мин.
Проведение окраски: обсушивают предметное стекло, оста-,
вляя лишь небольшую зону вокруг препарата; капают раствор7 красителя
(анилиновой воды 10 еле8, кислотного фуксина 1 г; сохраняется лишь
24 часа); нагревают на пламени до появления паров, охлаждают; через
6 мин. сливают краску и обсушивают стекло вокруг среза так, чтобы
краска оставалась только на срезе.
Если краски остается слишком много, то в метиловом зеленом она дает
осадок. Если краска удаляется слишком основательно, то получается
слабая окраска митохондриев.
Пипеткой прибавляют 1-процентный водный раствор метилового
зеленого так, чтобы он покрыл срезы; чтобы следить за процессом окрашивания,
срез держат над белой бумагой. Продолжительность окраски около 5 сек.
Краску сливают; 95-градусный спирт, 1—2 сек., затем абсолютный спирт,
ксилол, бальзам.
Результат: митохондрии красные, остальные части клетки от
зеленого до коричневого цвета.
Решающий момент в этой методике—обработка метиловым зеленым.
Если последний даже при кратком действии вытягивает весь фуксин, то
это показывает, что хромирование митохондриев было слишком слабым.
В этом случае опускают отбеливание или помещают срезы непосредственно
перед окраской на несколько секунд в 2-процентный раствор бихромата
калия.
Если фуксин окрашивает настолько интенсивно, что метиловый зеленый
удаляет его недостаточно, то это свидетельствует о том, что препарат
протравлен слишком сильно. В этом случае удлиняют отбеливание.
Если после хорошей дифференцировки метиловый зеленый
вытягивается слишком сильно, то препараты переносят не в 96-градусный спирт,
а сразу в абсолютный.
Метиловый зеленый даст более контрастную окраску, чем пикриновая
кислота при окраске по Альтману; кроме того, эти препараты более
устойчивы.

240
Глава XVI
ОКРАСКА ЖЕЛЕЗНЫМ АЛИЗАРИНОМ—КРИСТАЛЛИЧЕСКИМ
ФИОЛЕТОВЫМ И ДРУГИМИ МЕТОДАМИ
996. Окраска железным ализарином—кристаллическим фиолетовым по
Бенда (1900, 1901, 1903, по Мевесу и Дюсбергу, 1908): а) срезы толщиной
около 5 (j. из дестиллированной воды переносят на 24 часа в 4-процентный
раствор железных квасцов (из фиолетовых кристаллов); б) после
ополаскивания дестиллированной водой помещают на 24 часа в сульфоализариново-
кислый натрий (приготовление: перед употреблением 1 см3 насыщенного
водного раствора разбавляют 80—100 см3 дестиллированной воды); в) после
ополаскивания дестиллированной водой каждое покровное или предметное
стекло подогревают--в чашечке (часовое стекло или фарфоровая чашечка)
с раствором кристаллического фиолетового до появления паров и после этого
оставляют в нем еще на 3—5 мин. (приготовление: 3§-процентный раствор ,
кристаллического фиолетового в 96-градусном спирте перед употреблением
разбавляют равным количеством анилиновой воды); г) быстро споласкивают
дестиллированной водой и дифференцируют в Эвпроцентной уксусной
кислоте, 1—2 мин. (иногда меньше или больше); д) для удаления всяких следов
кислоты основательно промывают в проточной воде (по меньшей мере 5—
10 мин.); при этом опять выступает • вызванный ализарином красноватый
тон окраски; е) обсушивают гладкой фильтровальной бумагой, на мгновение
погружают в абсолютный спирт, бергамотное масло (или терпинеол), ксилол,
бальзам. Результат: митохондрии интенсивно окрашены в красновато-
фиолетовый цвет.
Некоторые секреторные гранулы, базальные мембраны, ядрышки,
гранулы эозинофильных лейкоцитов также могут окраситься в
фиолетовый цвет, особенно в том случае, если обработка не вполне
соответствовала прописи; однако при критическом отношении эти образования никогда
нельзя спутать с митохондриями.
997. Опасный момент при окраске представляет собой обезвоживание
в.спирте, так как происходящее в нем извлечение кристаллического
фиолетового может очень легко оказаться слишком сильным. В этом случае нужно
снова начать с окрашивания кристаллическим фиолетовым. Позднее Бенда
{1926) рекомендовал вообще избегать абсолютного спирта, а препараты
после обсушивания фильтровальной бумагой переносить в кедровое масло
.через чистый нейтральный ацетон. Можно избежать спирта, заменив его
терпинеолом (см. 834).
Если дифференцировка была прервана слишком рано и другие
клеточные структуры остались еще фиолетовыми, то после удаления бальзама
можно до дифференцировать препарат ксилолом в смеси креозота и ксилола.
998. По Секи (1938), метод Бенда удается легче, если вместо
кристаллического фиолетового употребляют фуксин, который менее. чувствителен
к спирту (железный ализарин—анилин—фуксиновый метод). Фиксируют
но Бенда, Рего, Шампи и т. п. После осмия проводят отбеливание: а) срезы
помещают в 4-процентный раствор железных квасцов на 2 часа или дольше;
б) быстро опо/гаскивают дестиллированной водой, помещают (как в 996)
б сульфоализариновокислый натрий на 2 часа или дольше; в) ополаскивают
водой и окрашивают в фуксине на анилиновой воде (как в 996) до
появления паров (приготовляют, как раствор кристаллического фиолетового по 9961
только берут вместо него фуксин); г) остужают, быстро ополаскивают водой,
дифференцируют в 30-процентной уксусной кислоте (обычно 2—5 мин.);
д) промывают в проточной воде, на короткий срок погружают в"
96-градусный спирт; затем абсолютный спирт, 1 мин.; ксилол, бальзам.
999. Митохондрии, кроме того, удается выявить и при помощи метода
Рио-Хортега, данного в 1547 (I. модификация). Иногда митохондрии

Исследование клетки и ее составных частей
241
становятся видимыми при методах, употребляющихся для получения
вещества Гольджи.
1000. Эргастоплазмои называют особой структуры окрашивающиеся
зоны цитоплазмы в яйцевых и железистых клетках. Чаще всего они
появляются при фиксациях, сильно осаждающих белки, и не
обнаруживаются при фиксировании средствами, стабилизирующими липопротеино-
вые комплексы (Рис, 1940). Эргастоплазма и митохондрии являются двумя
отличными друг от друга компонентами цитоплазмы. Хорошо фиксируют
эргастоплазму спирт, жидкости Карнуа и Буэна (например, клетки
поджелудочной железы); окраска, особенно железным гематоксилином по 672\
легкая дополнительная окраска оранжевым G (см. 665).
Для прижизненной окраски эргастоплазматических структур Монне
(1938) помещает клетки слюнной телеги Helix на 15—30 мин. в
1,15-процентный раствор двууглекислого натрия, затем на 10—15 мин. во второй
раствор, содержащий немного далии. Эргастоплазма синяя.
1001. Прп обработке растворами с определенными pH в основной
протоплазме клеток поджелудочной железы удается обнаружить при помощи
поляризационной оптики фибриллярные структуры, соответствующие
эргастоплазме. (Подробности см. Рис, 1940.)
ВЫЯВЛЕНИЕ ВЕЩЕСТВА ГОЛЬДЖШ
1002. Аппарат Гольджи удается наблюдать прижизненно на мужских
половых клетках Helix pomatia (Платнер, 1885, Карпова, 1925). Для этого
маленький кусочек гермафродитной железы помещают в каплю тканевой
жидкости, прибавляют микроскопическое количество соответствующего
сильно разведенного раствора красителя (например, далия или
кристаллический фиолетовый), накрывают покровным стеклом и окантовывают.
1003. Монне (1938) удалось выявить вещество Гольджи в
соматических клетках (Helix, клетки слюнных желез и другие) при прижизненной,
окраске. Для этого клетки помещают на 1 час в 0,73-процентный раствор
хлористого аммония, 15 мин. промывают в 0,8-процентном растворе
хлористого натрия и на 10—15 мин. кладут в 1,15-процентный раствор
двууглекислого натрия, содержащий «в довольно большом количестве» далию
и хризоидин (1 : 1). Вещество Гольджи выявляется в виде довольно
крупных пластинок, окрашенных в зеленоватый цвет.
1004. При прибавлении небольшого кодичества раствора нейтрального
красного окрашиваются красные гранулы, которые соответствуют
веществу, названному Пара и Пенлеве (1924), а также другими авторами
вакуомом. Вопреки взглядам Пара и Пенлеве, они не идентичны сетчатому
аппарату Гольджи, выявляющемуся при импрегнациях металлами.
1005. Бимс (1930а и Ь, 1931) для выявлений вакуома в
поджелудочной железе и в клетках спинальных ганглиев инъицирует крысам внутри-
брюшинно или подкожно 1-процентный раствор нейтрального красного
в жидкости Рингера (2—3 раза по 4 см3 с 2-часовыми интервалами). Через
6—8 час. после начала инъекции животное убивают и исследуют тонкие
кусочки ткани в растворе Рингера; окантовка вазелином. Если
одновременно нужно выявить и сетчатый аппарат Гольджи, то помещают
на 14—18 час. в смесь 1 части 1-процентной осмиевой кислоты и 1 части
раствора сулемы, насыщенного на 0,75-пропентном растворе хлористого
натрия; промывка в дестиллированной воде 0,5—3 часа, затем 3--6—8 дней
в 2-пропентной осмиевой кислоте при 35—37°.
1 Веществом Гольджи называется расположенная в теле клетки масса, чернеющая
при соответствующей технике обработки четвероокисью осмия или солями серебра.
Сопоставление чрезвычайно запутанной номенклатуры см. Гирш (1939).
16 в. Ромейс

242
Глава XVI
1006. По Боуэну (1928), лучший результат дает нейтральный красный,
выпускаемый фирмой Кралль под названием «Микроколор». 1-процентный
раствор красителя, приготовленный на жидкости Рингера и т. п., можно
длительно сохранять цри 38°, в противном случае он выпадает через
несколько дней. Растворы на дестиллированной воде сохраняются при
комнатной температуре.
1007. Для выявления вещества Гольджи на фиксированном препарате
служат в первую очередь два метода, притом оба в нескольких
модификациях, а именно: чернение осмиевой кислотой и импрегнация солями серебра.
Опыт последних лет показал преимущество осмиевого метода, так как при
нем хорошо фиксируются и остальные части клетки. Очень надёжные и
быстрые результаты дает кадмиево—серебряный метод Аояма (см. 1023), но он
фиксирует клетку хуже. Вещество Гольджи очень чувствительно к
уксусной кислоте. Во время импрегнации препараты следует держать в темноте.
Решающим фактором является также температура!
1008. Особое преимущество осмиевого метода состоит, по Копшу (1926),
в том, что он удается почти всегда и на материале любого возраста как
на простейших, так и на многоклеточных; у человека при известных
условиях он дает результат даже через несколько часов после смерти. Очень
важно также-то, что ой допускает дополнительное выявление при помощи
специальных методов секреторных гранул, митохондриев и других
клеточных структур, в то время как на серебряных препаратах
окрашиваемость, а нередко и сохранность структур хуже.
1009. В настоящее время лучшим является, пожалуй, осмиевый метод
Копша в модификации Колачева (1916): а) фиксируют в смеси-Шампи
(3-процентный раствор бихромата калия 7 см8, 1-процентный раствор хромовой
кислоты 7 см8, 2-процентная осмиевая кислота 4 см8; Насонов смешивает
в отношениях 2:2:1); продолжительность—24 часа при комнатной
температуре; б) промывка в проточной воде или в часто сменяемой
дестиллированной воде—6—24 часа; в) осмирование в 1-процентной осмиевой кислоте
при 33—35° (если жидкость по истечении 4 дней почернеет, ее следует
сменить); продолжительность 3—9 дней (см. ниже); г) тщательная промывка
в воде; продолжительность 30—60 мин.; д) ускоренное проведение через
спиртовый ряд; заливка в парафин. Толщина срезов в зависимости от
объекта 2—5 ja. Результат: вещество Гольджи черное на желтоватом
или сером фоне.
Для дополнительной окраски ядер годится сафранин или нуклеальная .
окраска по 1234, 'для нодкраски протоплазмы—оранжевый G.
1010. Примечание к 1009. Количество фиксирующей жидкости
не должно быть слишком малым: для 4 кусочков общим объемом в 120—
200 мм8 нужно 10 см8 жидкости. Длина сторон кусочка не должна
превышать 1—3 ^«.Продолжительность фиксации можно без вреда увеличивать
до 8 дней. Предложенное сначала Насоновым (1923) прибавление
0,1-процентной пирогалловой кислоты (на 10 см8 жидкости Шампи 2—3 капли)
излишне (Насонов, 1924, Копш, 1926). Вместо смеси Шампи можно
применять жидкости Альтмана, Флемминга (без уксусной кислоты), Германа,
Мевеса, а также Рего и т. п.
По Гиршлеру (1943), фиксировать нужно применительно к содержанию
водыв клетках: чем они богаче водой, тем больше осмия должна содержать
смесь, и наоборот. В соответствии с этим он фиксирует в нескольких смесях
Шампи, которые содержат осмиевую кислоту в следующих отношениях
к другим компонентам: 1 : 3,5; 1 : 2 и 1 : 1. Насонов держит 8 час. в
2-процентной осмиевой кислоте при 40°, а затем 3—9 дней в том же растворе
при 35°. Продолжительность осмирования имеет решающее значение для
получения хорошего результата. Чтобы прервать осмирование в надле-

Исследование клетки и ее составных частей
243
жашпй момент, Насонов поступает следующим образом: когда . кусдчки,
положение в осмиевую кислоту, почернеют (обычно на 3-й день), от одного
пз них препаровальной иглой отделяют очень маленький фрагмент, растит
рают его под покровным стеклом в небольшом количестве глицерина и
исследуют при сильном увеличении. Это повторяют ежедневно. При достаточной»
импрегнации осмирование прерывают. Вместо этого можно подожить от*
каждого органа несколько кусочков и приблизительно на 4-, 5-, 6т,. 7^
и 9-й день брать по одному из них и проводить дальше. Для осмировация
4 кусочков общим объемом в 120—200 мм3 требуется 3 см3 1-процентного
раствора осмиевой кислоты.
По Гиршлеру (1943), осмирование при 23—25° дает более чистые и более
достоверные картины, чем при 35°. Продолжительность осмирования в это**
случае следует увеличить до 18—20 дней.
Осмирование нужно проводить в чистом водном растворе осмиевой
кислоты; приведенный в 281 раствор на 0,1-процентной хромовой кислоте;
для этих целей не годится.
1011. При сравнительных исследованиях всегда следует пользоваться
одинаковым методом, брать кусочки органов равных размеров, а также
обрабатывать их при одинаковых температурах и в те же сроквгГ.
1012. В качестве объектов, где выявление сетчатого аппарата легко
удается, можно рекомендовать предстательную железу, железы трахеи,
слезные железы,- спинальные ганглии, почку, поджелудочную железу.
1013. Отбеливание. При продолжительном осмировании, кроме
вещества Гольджи и митохондриев (серые), сильно чернится и цитоплазма
клеток, так что разница между веществом Гольджи и цитоплазмой более или.
менее исчезает. Чтобы отбелить почернение, Копш (1926) помещает срезы
в разбавленный раствор перекиси водорода: 2 капли 3-процентного раствора
перекиси водорода на 50 см3 дестиллированной воды. Обычно уже
достаточно действия в течениэ 10—60 сек. Затем сразу промывка в воде. При
более длительном отбеливании (около 5 мин.) обесцвечивается и вещество)
Гольджи.
1014. Боуэн предпочитает, однако, метод отбеливания Люстгартена:
(см. 983). Срезы отбеливают под внимательным микроскопическим
контролем в 0,1-процентном растворе перманганата калия; незадолго до того, как'
начнет отбеливаться вещество Гольджи, препарат споласкивают 4 раа'
в дестиллированной воде и помещают на 1—2 мин. в 0,1-процентный раствор;
щавелевой кислоты. Затем на 10—15 мин.—в проточную воду. Растворы>
всегда следует приготовлять свежие.
1015. Для сравнительного изучения митохондриев, вещества Гольджа:
и секреторных гранул Насонов (1924) рекомендует следующие комбинации:4
а. Только секреторные гранулы. Фиксация по Шамци. 'Исследуют без?
всякой окраски; секреторные гранулы желтоватые, митохондрии и вещество,
Гольджи невидимы. ' ;
б. Вещество Гольджи и секреторные гранулы. Осмирование без
последующей окраски; вещество Гольджи черное, секреторные гранулы
желтоватые.
в. Вещество Гольджи и капли жидкого секрета. Более длительное осми-:
рование без последующей окраски; вещество Гольджи черное, капли
секрета белые на фоне серой протоплазмы.
г. Вещество Гольджи, секрет и митохондрии. Осмирование; затемг»
окраска кислотным фуксином—кристаллическим фиолетовым—ауранцией.
Вещество Гольджи черное, секрет красный, митохондрии фиолетовые.'
д. Митохондрии и секреторные гранулы. Фиксация по Шампп, окраска*,
как в г. Митохондрии фиолетовые, секреторные гранулы красные, вещество)
Гольджи неокрашено. . ^
16*

244
Г л ае а XVI
, е. Контрольные препараты для общего изучения клетки, ядра и
секрета: любые методы, не сохраняющие митохондриев (например, фиксация
по Цэнкеру, Карнуа), окраска железным гематоксилином.
1016. Окраска в смеси кислотный фуксин—кристаллический
фиолетовый—ауранция приблизительно соответствует методу Кулля: а) окраска
кислотным фуксином по Альтману до появления паров; б) ополаскивание
в большом количестве дестиллированной воды; в) окраска в насыщенном
растворе кристаллического фиолетового в 70-градусном спирте, 3—10 мин.
(продолжительность варьирует в зависимости от объекта); г) ополаскивание
дестиллированной водой; д) быстрая дифференцировка в 0,5-процентном
растворе ауранции на 70-градусном спирте, от нескольких секунд до 1 мин.;
е) 96-градусный спирт, абсолютный спирт, ксилол, бальзам.
1017. Копш (1902) первоначально помещал свежие кусочки ткани
в 2-процентную осмиевую кислоту без предварительной фиксации. Этот
метод «первичного» осмирования, продолжающегося 5—8 дней, теперь почти
вытеснен вышеописанным методом «вторичного» осмирования.
1018. Сьёвалль (1906) фиксирует 8 час. в смеси 1 части формалина
и 3 частей дестиллированной воды при 5—7° в темноте; промывает 1 час
в воде и импрегнирует 2 дня при 35° в темноте; промывает 1 час в воде
и импрегнирует 2 дня при 45° в 2-процентной осмиевой кислоте (формалин
должен быть лишен кислоты!).
1019. Из методов серебрения рекомендуется метод Рамон Кахаля с
азотнокислым ураном и особенно его модификация по Да Фано (1920), а также
метод импрегнации кадмием с серебром Аояма (1929); метод же Гольджи
с мышьяковистой кислотой из-за непостоянства получаемых результатов
используется мало. Следует учитывать, что в некоторых случаях наряду
с веществом Гольджи могут импрегнироваться и митохондрии.
1020. Метод с азотнокислым ураном по Рамон Кашлю (1915).
а. Совершенно свежие кусочки фиксируют в смеси: азотнокислого урана
1 е, дестиллированной воды 85 еле3, нейтрального формалина 15 см3\
продолжительность фиксации 10—24 часа. Время от времени слегка побалтывают.
Нервные клетки лучше фиксировать в смеси: формалина 15^-20 см3,
дестиллированной воды 80 см3, абсолютного спирта 30 см3, азотнокислого
урана 1 е.
б. После быстрого ополаскивания кусочков в дестиллированной воде
(несколько секунд) их помещают в 1—1,5-процентный=>растврр азотнокислого
серебра, где, в зависимости от величины, они находятся 36—48 час.
в. После быстрого ополаскивания в дестиллированной воде кусочки
на 8—24 часа переносят для восстановления в смесь: гидрохинона 1—2 а;
нейтрального формалина 15 см3, воды 100 см3\ сульфита натрия (безвод-
№Й1) 0,1—0,5 г (т. е. количество сульфита натрия достаточное, чтобы в ванне
(фазу появилась желтоватая окраска). Раствор готовят перед самым
употреблением.
г. После промывки в обычной воде—уплотнение в спиртах и заливка
в парафин или целлоидин. Бели импрегнация удалась хорошо, то аппарат
Гольджи выступает черным на светложелтом фоне. Легче всего она удается
на эмбриональном и молодом материале млекопитающих.
1021. Для получения этим методом результата особенно важно
нейтрализовать углекислым кальцием формалин, идущий на приготовление
фиксирующей и Восстанавливающей жидкостей (см. 257).
1022. Метод с азотнокислым кобальтом по Да Фано (1920): а) кусочки
толщиной в 3 мм фиксирует в смеси: азотнокислого кобальта 1 г,
дестиллированной воды 100 см3, формалина 15 см3. Продолжительность фиксации
6—8 час. для молодых и 12—24 часа для взрослых тканей. Комнатная
температура; б) быстро споласкивают и помещают в 1,5-процентный раствор

Исследование клетки и ее составных частей
245
азотнокислого серебра, в темноте, при комнатной температуре.^на 24—
48 час, в зависимости от величины кусочков; в) быстро споласкивают,
разрезают на кусочки толщиной в 2 мм и восстанавливают по 1020, в в
течение 8—24 час; г) быстро споласкивают водой, заливают в парафин лли
целлоидин.
1023. Метод серебрения с фиксацией кадмием по Ф. Аояма f(1929):
а) маленькие кусочки фиксируют 3—4 часа в смеси хлористого кадмия 1 г,
формалина 15 см3, дестиллированной воды 85 см3; б) быстро споласкивают
два раза дестиллированной . водой и помещают в 1,5-процентный раствор
азотнокислого серебра на 10—15 час. при 22°; в) два раза быстро
споласкивают дестиллированной водой и восстанавливают по 1020, в в течение
5—10 час; г) основательная промывка в обычной воде. Заливка в
парафин.
Приведенные концентрации и сроки являются оптимальными для
большинства тканей теплокровных. Для холоднокровных сроки фиксации
и серебрения должны быть удлинены. Жидкости следует защитить от света
картонными покрышками; смену жидкостей нужно производить при
уменьшенном освещении.
По Аояма, преимущество азотнокислого кадмия состоит в том, что он
проникает лучше азотнокислого урана и сохраняется дольше, чем
гигроскопичный нитрат кобальта.
1024. При способе 1020, как и при 1022 и 1023, полная импрегнация
вещества Гольджи наступает большей частью лишь в узкой зоне препарата.
Важное значение имеет срок фиксации: для каждого объекта он
устанавливается пробой. Наилучшая импрегнация наступает часто уже после 3 час
фиксации, при большем же сроке она снова ухудшается.
1025. Для выявления вещества Гольджи на отдельных срезах после
целлоидиновой или парафиновой заливки Фиеандт и Саксен (1936)^моди-
фицировали метод Билыповского. Подробности см. в оригинале.
* 1026. Рис (1935) назвал липохондриями зернистые вещества, которые
характеризуются реакциями на липоиды, прижизненной окраской
основными прижизненными красителями и способностью к делению. Для их
выявления служат прижизненная окраска нейтральным красным, а кроме
того, помещение свежего материала в 1-процентную осмиевую кислоту,
в которой липохондрии в течение 1 часа, при комнатной температуре,
становятся коричневыми. На фиксированных препаратах они выявляются
избирательно при окраске сафранином—световым зеленым. Гирш (1939)
считает липохондрии за исходное вещество системы Гольджи. Ярви (1940)
не мог подтвердить ни их участия в образовании секрета, ни их отношения
к веществу Гольджи; он считает их пропигментом липофусцина.
Сводки литературы о веществе Гольджи: Коудри, Да Фано (1925),
Кошп (1926), Якобе (1927) и особенно Гирш (1939). Очень подробное
изложение техники у Боуэна (1928)#
ВЫЯВЛЕНИЕ ЖИРОВ И ЖИРОПОДОБНЫХ ВЕЩЕСТВ
Предварительные замечания
1027. При всех гистологических методах окраски на жир нужно
учитывать, что даже в самых лучших случаях выявляется лишь морфологиче-
:ти зпдпмый жир; находящийся же в высоко дисперсной фазе так называв-
W7 --видимый жир для гистологических методов недоступен, хотя он и при-
:уг:тзует часто в4 значительных количествах. Таким образом, невидимый
натр уменьшает значение как количественного, так и качественного
гистологического анализа на жир. '

246
Глава XVI
1028. Если замороженные срезы из нефиксированной содержащей
жир ткани экстрагировать ацетоном, то они теряют способность
окрашиваться наиболее употребительными жировыми красителями, несмотря на то,
•что последующая экстракция эфиром и спиртом показывает, что такие
срезы еще содержат большое количество жировых веществ (Кучера-Айх-
берген, 1925). К этим неокрашивающимся жирам относятся еще жировые
вещества, связанные с белками, которые не экстрагируются растворителями,
но выявляются при обработке пепсином, трипсином (Бидерман, 1924),
щелочами или' фенолами. Появление жировых включений в результате их
освобождения от связи с белками, что наблюдается, например, при
клеточных дегенерациях, называется липофанерозом. Его нужно отличать от
накопления жира путем жировой инфильтрации.
1029. Гистологические методы количественного анализа жировой ткани
терпят неудачу еще и потому, что появление жира в видимой форме зависит
не только от количества жира, имеющегося в наличии, но, прежде всего,
и от очень изменчивых физико-химических условий, например от
растворимости жира. Вследствие этого количество морфологически видимого жира
при одинаковом его содержании может чрезвычайно варьировать.
По.Розенталю, в клетках печени крысы видимые жировые капли
появляются лишь тогда, когда содержание нейтрального жира превышает
1,5 мг%. По Геринга (1939), при содержании жира ниже 2 мз% получается
удивительное разнообразие окраски Суданом.
1030. Так называемые жировые красители наряду с жирами в узком
смысле слова окрашивают в различной степени и липоиды, к которым
относятся воски, фосфатиды, цереброзиды, стерины и каротиноиды. Жиры
и липоиды, морфологически выявляемые в животных тканях (называемые
тв совокупности жировыми веществами), никогда не бывают чистыми, но
всегда представляют собой смеси разнообразных веществ, соотношения
которых сильно влияют на условия растворимости и на окрашиваемость.
Войду этого до настоящего времени не удается выявлять гистохимическими
методами отдельные группы веществ. В благоприятном случае
микроскопическим путем можно еще получить данные о главном компоненте смеси,
тогда как сопутствующие вещества постоянно ускользают от точного
определения. Старые указания на специфичность гистологических методов
окраски можно принять лишь с большим ограничением. Этого нельзя упускать
из вида и при указанном ниже сопоставлении методов производства реакций
на отдельные группы веществ. Дальнейшие указания об эффективности
гистологических методов будут даны при описании отдельных способов
окраски. См. также 1088.
1031. Для установления специфичности методов окраски многие авторы,
начиная с Альтмана (1894), исследовали чистые вещества и их смеси, нанося
их на полоски фильтровальной бумаги, которые затем фиксировались
и окрашивались. См., например, Ашофф (1900); Кавамура (1911); А.Майер,
Шеффер и Ратери (1913); Эшер (1919), Халатов (1922) и др. Из
современных работ нужно особенно отметить исследования Кауфмана и Б. Лемана
(1926, 1927, 1928), в которых авторы испытывали специфичность
некоторых важнейших методов окраски жира (судан, сульфат нильского голубого,
методы Фишлера, Смит—Дитриха, Шульца, Чиаччио) на 100 различных
жировых веществах и жировых смесях; При этом в качестве субстрата они
вместо применявшихся ранее й оказавшихся малопригодными полосок
бумаги использовали обезжиренную сердцевину бузины. Эти опыты
показали, что специфичность названных методов весьма ограничена.
1032. Из сказанного выше следует, что отрицательный результат
гистологической окраски на жйр< не дает еще права делать вывод об отсутствии
того или иного жирового вещества. Гистологическое изучение следует по

Исследование клетки и ее составных частей
2А1
возможности дополнять параллельными химическими анализами, которые
желательно распространять не на одно, а на возможно ,болыпее количество
жировых веществ.
Исследование живого и свежего препарата
1033. Для прижизненной окраски жировых веществ должна приобрести
значение окраска родамином В, который обладает большой липоидной
растворимостью и притом не является вредным. По Штруггеру (1938), его
распределейие в клетке полностью совпадает с распределением липоидных
компонентов. Для прижизненных наблюдений необходимы, во всяком
случае, исследования в флуоресцентном микроскопе (см. также 924).
1034. Появление и постепенное увеличение жировых капель можно
прекрасно наблюдать на жпвых клетках культур ткани на покровных
стеклах. Возможна прижизненная окраска путем прибавления небольших
количеств Судана III плп Шарлаха R.
1035. Сводка данных по прижизненному окрашиванию жира путем
энтерального и парентерального введения у Хаджиолова (1928b, с); кроме
того, см. 795.
1036. Очень рекомендуется исследование препарата в живом,
нефиксированном состоянии, так как присутствующие в организме жировые
вещества при этом часто лучше различимы, чем на фиксированном препарате.
Кроме того, известно, что жировые вещества зачастую значительно
повреждаются и в фиксаторах, лишенных растворяющих жир жидкостей. Столь
часто употребляемый формалин также не является индифферентным, так
как он не только растворяет жировые вещества, но и изменяет их
(см. 1037 и 253).
1037. Так, например, замороженные срезы из свежего мозга после
экстракции ацетоном теряют способность окрашиваться Суданом и т. п.;
в то же время замороженные срезы из мозга, фиксированного формалином,
окрашиваются еще и после ^ацетоновой экстракции. Напротив, срезы
надпочечника как фиксированные, так и нефиксированные после экстракции
ацетоном не окрашиваются (Кауфман, Е. Леман и Баниецки, 1927).
Продолжительное действие формалина вредно отражается и на двойном
лучепреломлении. Далее было установлено, что при этом изменяется характер
красочной реакции, например окраски сульфатом нильского голубого (Бёмин-
гауз, 1920). Снижение окрашиваемости у старого формалинового материала
находит себе объяснение в том, что, как установил Гаммар, формалин
экстрагирует значительное количество жировых веществ.
При всяком обстоятельном исследовании следовало бы поэтому изучать
п свежую ткань. По крайней мере, надо требовать, чтобы при специальных
исследованиях жира материал не лежал в формалине дольше нескольких
дней (см. также Верее, 1925).
1038. Исследование свежей ткани производят на расщепленных
препаратах или на замороженных срезах. Препарат обычным образом заключают
в физиологический раствор поваренной соли, глицерин и т. п. с
прибавлением красителя и окантовывают. При слабых увеличениях и при сильном
диафрагмировании жировые вещества выступают в виде темных сильно
преломляющих свет зернышек.
1039. Для установления двойного лучепреломления свежий препарат,
находящийся в растворе поваренной соли или глицерина,' исследуют в поля-
: пзационном микроскопе. Жир в большинстве случаев обнаруживает про-
:г:е лучеЦрелойление (изотропия), липоиды часто дают двойное лучепре-
мление (анизотропия). Двоякопреломляющие липоиды бывают в форме
капель или кристаллов. В случае, если липоиды находятся в аморфной

248
Глава XVI
форме, двойное лучепреломление может быть неотчетливым или
неразличимым из-за того, что оси отдельных липоидных частиц расположены
беспорядочно по отношению друг к другу. Если же капли липоида
представляют собой сферокристаллы, то в поляризованном свете они обнаруживают
тёмный осевой крест с четырьмя ярко светящимися квадрантами. Липоиды
в кристаллической форме при повороте предметного столика на 360° четыре
раза начинают светиться и четыре раза темнеют. После включения красной
гипсовой пластинки I порядка двоякопреломляющие вещества выделяются
яркими интерференционными цветами на красном фоне. При этом удобно то,
что не происходит затемнения поля зрения, которое происходит при
скрещивании николей, так что различные структуры все время остаются
видимыми и могут быть хорошо локализованы. Подробности см.. 1074—1076.
Подробные указания о поведении жировых веществ в поляризованном
свете мы находим у В. Шмидта (1924, 1937, 1938, 1940b). У него
приведена также> богатая литература. 4
Общие методы окраски жира
ОКРАСКА СУДАНОМ И ШАРЛАХОМ
1040. Наиболее употребительным методом окраски жира, несомненно,
является окраска Суданом и шарлахом; они окрашивают почти все виды
жиров, встречающихся в теле. При применении этих окрасок нужно поэтому
учитывать, что ни судан, ни шарлах не дают возможности судить о
принадлежности окрашенных ими веществ к той или иной группе жиров (см. также
1030 и 1031). Вариации тона окраски основаны не на химических различиях,
а на изменениях концентрации веществ, которые приводят к неодинаково
интенсивному накоплению красителя. Применение этих красителей возможно
лишь в том случае, если препарат ни до, ни после окраски не будет
приходить в соприкосновение с растворяющими жир жидкостями (например,
с крепкими спиртами, ксилолом и т. п.).Для этого в первую очередь
используют замороженные срезы, приготовленные из материала нефиксированного
или из фиксированного соответствующим способом. В качестве
фиксирующих жидкостей рекомендуются, главным образом, формалин, фиксаторы
Гелли или Рего (см. также 1063)ч После фиксации промывка в воде. Легко
распадающиеся органы заливают в желатину. /
Окраска жира Суданом и т. п. основана на том, что краситель из
худшего растворителя спирта в известной степени извлекается лучшим
растворителем—жиром (Михаэлис). Таким образом, эта окраска представляет
собой пример чисто физического процесса окрашивания. Из растворов Судана
с одинаковой концентрацией спирта интенсивнее окрашивает тот, у
которого содержание красителя больше превышает концентрационное
равновесие, установившееся при комнатной температуре. При этом коллоидные
свойства раствора красителя играют скорее роль сопутствующего явления,
нежели основной причины (Ромейс, 1929).
1041. Продажный краситель судан III долгое время представлял собой
непостоянную смесь нескольких красителей. Ромейсу (1929) удалось
выделить из него три красителя, сильно различающихся по своим свойствам
и названных им Суданом красным, Суданом оранжевым и Суданом желтым.
Судан красный (точка плавления 179,6°), растворяясь в концентрированной
серной кислоте, дает темнозеленую окраску; судан оранжевый (точка
плавления 201,5°) дает раствор красного цвета. Судан оранжевый значительно
.легче растворим в абсолютном спирте и в спиртах, содержащих воду, чем
судан красный. Судан желтый является примесью, свойственной
продажному продукту, и для окраски жира бесполезен, но имеет, очевидно/ суще-

Исследование клетки и ее составных частей
249
ственное значение при приготовлении коллоидных растворов.
Количественные соотношения судана красного и Судана оранжевого у отдельных
торговых марок судана III неодинаковы.
1042. При всех методах, приведенных в 1045—1052, краска должна
находиться в хорошо закрывающихся чашках для окраски
(пришлифованное стекло), так как при испарении растворителя на препарате очень легко
выпадают осадки красителя.
Основные растворы, приготовленные на 80- или 96-градусном спирте,
могут храниться годами; более слабые растворы красителя нужно, однако,
менять чаще, так как со временем (через 6—12 месяцев) они начинают
окрашивать хуже.
Во многих случаях после окраски жира производят еще окрашивание
ядер в синий цвет, тем более что контраст тонов усиливает и цвет
выявленных жировых веществ. Для такой подкраски особенно рекомендуется
гематоксилин Эрлиха (см. 666) или кислый гемалаун (см. 651). Михаэлис
употребляет слабый водный раствор метиленового синего.
1043. Окрашенные препараты заключают в глицерин,
глицерин—желатину, желатиновый бальзам или в сироп левулозы (см. 811). Последний
особенно рекомендуется Михаэлисом, потому что он быстро проникает и хорошо
просветляет. При заключении в левулозу ядра окрашивают метиленовым
синим, так как гематоксилин в ней быстро разрушается.
1044. Для окраски жира в крупных каплях достаточны все
нижеприводимые растворы, из которых наиболее употребителен спиртовый раствор
судана по Дадди (см. 1045). Сходные результаты дает диацетиновый
раствор шарлаха или судана по Гросс—Домагку (см. 1047). Быстрее всего
окрашивает шарлах—ацетоновый раствор по Герксгеймеру (см. 1046).
Находящиеся в клетках мелкие капельки жира и липоидов
окрашиваются приведенными выше растворами плохо или же совсем не
окрашиваются. Они выявляются ясно и полно лишь коллоидным раствором судана
по Ромейсу (см. 1048). При употреблении этого раствора отпадает
сжимающее действие растворов, содержащих ацетон и КОН, а также растворяющее -
жир действие растворов, приготовленных на крепких спиртах.
Исследования Кауфмана и Лемана (1926, 1929) отчетливо показали, что последним
обстоятельством пренебрегать нельзя; они установили, что употребляемый
обычно 70-градусный раствор спирта извлекает из бумажных полосок,
пропитанных жиром, а также из тканей большие количества жира, в то время
как 40-градусный раствор спирта сколько-нибудь существенного
экстрагирующего действия не оказывает. Мельчайшие капельки жира и липоида
удается также полно окрасить* и Суданом черным (см. 1050).
1045. Окраска спиртовым раствором судана по Дадди (1896): а)
замороженные срезы, собранные в дестиллированную воду, переносят на
несколько минут в 50-градусный спирт; б) окрашивают в спиртовом растворе
судана (см. ниже), 15—30 мин.; в) быстро споласкивают 50-градусным
спиртом (по Б. Фишеру, это излишне и вредно); г) промывают в
дестиллированной воде. Окрашивают ядра гемалауном и т. п. Промывают.
Помещают в глицерин и т. п. (см. ниже). Результат: жировые вещества
окрашены в интенсивный оранжево-желтый цвет. Ядра синие.
Приготовление раствора красителя: 0,2—0,3 г
судана заливают 100 см3 горячего 70-градусного спирта, несколько раз
взбалтывают и, закрыв, ставят в парафиновый термостат. Через несколько
часов охлаждают и фильтруют. Окрашивающую способность раствора можно
усилить, если незадолго перед окраской прилить к 20 см3 раствора 2—3 см3
дестиллированной воды. Как только раствор слегка помутнеет, что
наступает быстро, в нем окрашивают в" течение 20 мин. (Фробёзе и Шпрёнле,
1928).

250
Глава XVI
1046. Окраска шарлахом R (впервые Михаэлис): а) срезы помещают
в 50-градусный спирт на 2—5 мин.; б) окрашивают в растворе
ацетон—шарлаха по Герксгеймеру (см. ниже), 2—3 мин.; в) быстро споласкивают
70-градусным спиртом; г) промывают в воде; окраска ядер в кислом гемалауне;
промывка; глицерин. Результат: жировые вещества оранжево-красные,
ядра синие.
Приготовление раствора красителя:. ацетона
50 см*, 70-градусного спирта 50 см3, шарлаха R 0,2—0,3 а. Перед
употреблением фильтруют. Хорошо закрывать. Чтобы предотвратить легко
наступающее выпадение кристаллов красителя (например, при колебаниях
температуры в лаборатории), к профильтрованному раствору прибавляют несколько
кубических сантиметров чистой смеси ацетона со спиртом.
Ополаскивание 70тградусным спиртом необходимо, чтобы устранить
подкраску соединительной ткани и избежать в дальнейшем появления
кристаллов красителя. Вышеуказанные сроки окраски не следует увеличивать.
Слишком интенсивно окрашенные капли жира выступают на препарате
менее отчетливо, чем ярко окрашенные оранжево-красные.
1047. Диацетин—гиарлаховый раствор по В. Гроссу (1930). Сперва
разбавляют 50 см3 диацетина в 50 см3 дестиллированной воды, затем прибавляют
0,6 г шарлаха. Растворяют при 60°, остужают и фильтруют. Для окраски
срезы переносят из воды в раствор красителя и помещают на 10 мин. в
парафиновый термостат. Затем дают раствору остыть и переносят срезы в воду,
в которой для предотвращения осадков их основательно промывают,
поддерживая в постоянном движении. По Гроссу, преимущество этого метода
состоит в том, что диацетин не растворяет жир.
Догмагк (1933) рекомендует такой же метод, но с применением Судана
красного.
1048. Окраска коллоидным раствором судана по Ромейсу (1929, 1936).
Предварительное замечание: пропись окраски, опубликованная мною
в 1929 году, была выработана применительно к имевшимся в то время
маркам ^красителя, которые представляли собою смесь трех различных
красящих веществ (см. 1041). Стандартизированный судан, выпускаемый теперь
Голльборном, по своему составу существенно отличается от старых марок;
он состоит преимущественно из судана красного. При употреблении
красителя этой марки я теперь использую следующую пропись, опубликованную
в 1936 году.
Приготовлен* ие основного раствора. В эрлен-
мейеровскую колбу наливают на каждый грамм судана по 100 см3
80-градусного спирта. После установки дефлегматора (стеклянная трубка длиной
около 1,2—1,5 м и с шириной просвета около 6—8 мм, вставленная в
пробуравленную корковую пробку) жидкость доводят до кипения на кипящей
водяной бане. После этого колбу закрывают резиновой пробкой, охлаждают
при комнатной температуре и помещают еще на 30—60 мин. в. проточную
воду; на следующий день раствор отфильтровывают от нерастворенпого
остатка и хранят в. качестве основного раствора в хорошо закрывающейся
колбе из иенского стекла. Раствор может сохраняться годами.
Более длительное кипячение раствора красителя не дает
преимущества. Лучше снимать раствор с водяной бани вскоре же после начала
кипения.
Приготовление коллоидного раствора
красителя с 40-п роцентным содержанием спирта.
а. Медленный способ. Отфильтровывают определенное количество
основного раствора (например, 20 см3) и в чистом цилиндре разбавляют
равным: количеством дестиллированной воды. Прибавлять воду нужно
порциями по 5 см3. После каждого прибавления цилиндр 10 раз переворачивают.

Исследование клетки и ее составных частей
251
Хорошо закрытый грубоколлоидный раствор оставляют сперва стоять,
в течение 24 часов. После этого его можно фильтровать и употреблять для
окраски.
б. Быстрый способ. К некоторому количеству профильтрованного
основного раствора прибавляют, как ива, равное количество
дестиллированной воды. Затем раствор наливают в центрифужные стаканчики и 30 мин.
центрифугируют. После этого жидкость осторожно сливают с небольшого
осадка, если таковой имеется, и фильтруют. В случае в(адобности фильтрат
можно сразу же использовать для окраски. В противном случае его
хорошенько закрывают и хранят.
Раствор красителя центрифугируют на простой лабораторной
центрифуге с 1000—3000 оборотов.
При обоих способах раствор красителя должен иметь лаковый кино-
варно-красный цвет. Он должен быть настолько грубодисперсным, чтобы
даже 3-миллиметровый слой был бы еще совершенно непрозрачным. Если
краситель при центрифугировании или позже, в течение первых 24 часов,
оседает хлопьями, то это указывает на допущенную ошибку при
приготовлении раствора или же на непригодность использованной, марки красителя.
Хороший коллоидный раствор при хранении в. прочно закрытом сосуде
остается годным в течение 2—3 недель, но перед употреблением он каждый
раз должен быть профильтрован.
Проведение окраски. Бюкс с притертой стеклянной
крышкой наполняют на две трети раствором красителя, приготовленным
по способу а или б. Срезы из дестиллированной воды переносят в раствор
изогнутой стеклянной палочкой. Срок окраски прежде всего зависит от
температуры'. Как правило, при 28° достаточно 4—5 час, при 19—20° для
достижения равномерной окраски нужно 12—16 час. После окраски срезы
должны быть промыты в дестиллированной воде, причем ид нужно все
время пошевеливать. Затем окраска ядер гематоксилином Эрлиха (см. 666),
быстрое споласкивание дестиллированной водой и основательная промывка
в обычной воде (15—30 мин.). Заключение в глицерин или в гуммиарабик.
Результат: жировые вещества чрезвычайно резко окрашены
вплоть до границы микроскопической видимости. Кроме жировых капель,
расположенных внутри- и внеклеточно, выявляется также диффузный жир
благодаря более или менее сильной диффузной подкраске в оранжево-
красный тон. Мякотные оболочки также сильно окрашены.
1049. Гидротропный раствор по Хаджиолову (1937). Путем
прибавления гидротропных веществ (например, мыла, сапонина, Coffeinum benzoi-
cum, трихлоруксусной кислоты) удается растворить в воде обычно
нерастворимые в ней жировые вещества. Хаджиолов использует это явление для
приготовления водного раствора судана. Сперва приготовляют раствор
гпдротропного вещества (например, 30-процентный раствор трихлоруксусной
кислоты), затем прибавляют краситель (судан или шарлах) и ставят его
на несколько дней в термостат при 56°. После этого раствор остужают и
фильтруют. Фильтрат должен быть совершенно прозрачным.
Замороженные* срезы свежего или фиксированного материала помещают
для окраски в раствор красителя на срок от 20 мин. до 24 час. (в
зависимости от концентрации или природы гидротропного вещества). Затем очень
тщательная промывка в воде, окраска ядер гематоксилином; глицерин.
Гидротропные растворы часто имеют иной цвет, чем краситель (судан
дает, например, в трихлоруксусной кислоте синий раствор), однако
жировые вещества окрашиваются в тон красителя. Следует избегать
перекрашивания, так как йри этом капельки жира, особенно самые мелкие',
приобретают черно-красный тон, который менее резко контрастирует с синими
ядрами,, нежели в случае надлежащего срока окраски, при котором они

252
Глава XVI
принимают цвет от оранжево-красного до гранатно-красного. Кроме того, при
слишком длительной окраске на срезах легко оседают кристаллы красителя.
Температура при окраске не должна превышать 30°.
1050. Окраска Суданом черным В по Лизону (1934). Для приготовления
раствора к 0,1 г судана черного приливают 100 см* 70-градусного спирта и
нагревают до кипения. После охлаждения фильтруют. Срезы из
дестиллированной воды или 40-градусного спирта помещают на 0,5—3 часа в
раствор красителя. Крупные капли жира сильно окрашиваются уже через 5—
10 мин. Затем споласкивают дестиллированной водой; окраска ядер в
ядерном прочном красном, квасцовом кармине или сафранине. Промывка в воде.
Помещение в глицерин и. т. д. Результат: капельки жира очень
четко и полно окрашены в темносиний до черного цвета. Мякотные
оболочки тоже хорошо выявляются.
Углеводороды, появляющиеся в патологических или экспериментальных
условиях (вазелин, парафиновое масло), в отличие от нормального жира
окрашиваются в фиолетовый цвет (Жерар, 1935).
1051. Рекомендуемый Лизоном голубой BZL также хорошо окрашивает
жир. Однако из-за голубого тона окраски мелкие жировые капельки
выступают не так резко, как при окраске Суданом черным. Употребляют
насыщенный при нагревании раствор на 50-градусном спирте. Срезы из воды
поступают в профильтрованный раствор красителя на срок от 15 мин. до 24 час.
Затем промывка в дестиллированной воде; дальнейшее, как в 1050.
1052. Окраска жира хлорофиллом (впервые Эйзенберг, 1910).
Приготовляют насыщенный раствор хлорофилла на смеси равных частей ацетона
и 70-градусного спирта (хорошо закрывать!). Замороженные срезы на
короткий срок погружают в 70-градусный спирт, 3 мин. окрашивают,
споласкивают 70-градусным спиртом и хорошо промывают в дестиллированной воде.
Для окраски ядер можно употреблять квасцовый кармин, ядерный прочный
красный и т. п. Результат: жировые вещества зеленые.
Применение окраски хлорофиллом особенно целесообразно в тех
случаях, когда при комбинированной окраске желательно получить
контрастную зеленую окраску жира. Г. Арндт (1924, 1925), например,
комбинирует ее с окраской гликогена по Бесту с эозином, с окраской по Ван-Гизону,
с окраской туберкулезных бугорков, амилоида, с выявлением
железосодержащего пигмента турнбуллевой синью и т. п.
ВЫЯВЛЕНИЕ ЖИРОВЫХ ВЕЩЕСТВ ОСМИРОВАНИЕМ
1053. До введения окраски Суданом и т. д. жировые вещества
выявляли главным образом осмиевой кислотой; этот метод в определенных
случаях можно рекомендовать и теперь. Применение осмиевой кислоты основано
на том факте, что известная часть жировых веществ кусочка ткани чернится
благодаря восстановлению действующей на них четырехокиси ормия.до
двуокиси (первичное чернение). Другая часть жировых веществ при действии
осмиевой кислоты становится сперва лишь коричневой. Но если препараты
потом дополнительно обработать слабым спиртом (60—70-градусным), то
и у них наступает почернение (вторичное чернение). Если дополнительная
обработка производится крепкими спиртами, то вследствие частичного
растворения жиров получается неполное чернение, причем образуются так
называемые кольцевые тельца и т. п.
1054. Штарке (1895) полагал, что первичное чернение вызывают
ненасыщенные соединения, содержащие двойную связь (—С==С—). Первично
чернящиеся капельки нужно считать глицеридами, а принимающие
коричневый цвет—липоидами. По Эшеру (1919), Кауфману, Лизону (1926, 1928,
1929) и другим авторам этот вывод не может считаться правильным.

Исследование клетки и ее составных частей
253
1055. Эшер испытал. на листках бумаги химически чистые вещества,
при этом среди глицериновых эфиров восстанавливали: триолеин и
льняное масло; из жирных кислот: масляная кислота (слабо) и линолевая
кислота; из холестериновых эфиров: холестеринолеат; из лецитинов: лецитин
мозга и яичного желтка (слабо).
1056. Наиболее сильное первичное почернение ткани обусловливается
главным образом масляной кислотой и олеиновыми смесями; однако эти
факты не позволяют достаточно удовлетворительно различать компоненты
и смеси жировых веществ (Лизон, Хёрр). Отрицательные результаты, цолу-
ченные со стеариновой и пальмитиновой кислотами, показывают, что даже
не все жирные кислоты дают реакцию; с другой стороны, редуцировать
осмиевую кислоту могут и вещества нежировой природы (например, элей-
дин, дубильная кислота). Наконец, по Хёрру, продукты реакции могут
перемещаться и адсорбироваться на подходящих: для этого поверхностях
(например, на оболочке ядра). По этим причинам осмиевая реакция, столь
часто применимая для решения морфологических вопросов, не имеет того
гистохимического значения, какое приписывали ей первоначально.
Как на первичное, так и на вторичное чернение очень влияет предвари^
тельная обработка. Так, например, после предварительной обработки бихрома-
том калия не наступает вторичное чернение лецитина в спирте. Поэтому для
сравнительных исследований требуется также одинаковая
предварительная обработка.
1057. Растворимость осмиевого чернения. Жир, зачерненный осмиевой
кислотой, почти нерастворим в абсолютном спирте и более или менее легко
растворяется в ксилоле, толуоле, бензоле, эфире, креозоте, скипидаре,
тимене и др. Труднее переходит он в раствор в хлороформе, гвоздичном масле,
бергамотном масле или терпинеоле; лучше всего он сохраняется в кедровом
масле, парафиновом масле и глицерине. Поэтому, если требуется наиболее
полно сохранить чернение, то следует заключать в парафин лучше всего
через кедровое масло (см. 416—420).
1058. Предохранение окисленного липоида от растворения, которое
обеспечивает в известной мере обработка осмием, осуществляется по Шмидту,
повидимому, благодаря тому, что коллоидные частицы липоида окружаются '
осмием. Истинное же соединение металла с липоидом маловероятно.
1059. Осмированные вещества надпочечника (Г. Рабль, 1891), зобной
железы, «железы зимней спячки» (Шаффер, 1896), паращитовидной железы,
половых желез и др. легко растворяются также в бергамотном масле и
в хлороформе. Чтобы вернее избежать растворения осмированных веществ,
нужно резать материал на замораживающем микротоме, а срезы заключать
в глицерин.
О снижении растворимости осмиевого чернения сульфитом натрия
см. 286. Об отбеливании осмированных препаратов 288, 983 и 1013.
1060. Проведение осмирования. Маленькие, только что взятые кусочки
ткани кладут на 24 часа в 0,5—1-процентный раствор осмиевой кислоты.
Затем в течение такого же времени промывают в воде. Если желательно
получить первичное чернение, то нарезают на замораживающем микротоме
и помещают в глицерин. Для получения вторичного чернения целые кусочки
или срезы кладут еще на 1—2 дня в 70-градусный спирт.
1061. Некоторые мои исследования показали, что осмиевая кислота,
приготовленная по 281 на 0,1-процентной хромовой кислоте, давала более
равномерные и лучшие результаты, чем чистая осмиевая кислота. Этот
способ выгоднее и при обработке материала по 1062.
1062. Осмиевая кислота лишь очень слабо проникает в глубину ткани,
поэтому во многих случаях лучше предварительно зафиксировать препараты
по Гелли, Рего или формалином, а затем уже осмировать замороженные

254
Глава XVI
срезы из фиксированного материала. Обработку производят в таком
случае следующим образом: а) фиксируют, как указано, 24 часа; б) промывка;
в) режут на замораживающем микротоме и собирают срезы в дестиллиро-
ванную воду; г) срезы осмируют в 1-процентной осмиевой кислоте, 24 часа;
д) основательно промывают; е) исследуют в глицерине, уксуснокислом
калии, желатиновом бальзаме и т. п. Если желательно вторичное чернение,
то срезы помещают после второй промывки на 24 часа в 70-градусный спирт.
Затем промывка в дестиллированной воде, глицерин и т. д.
Для выявления ядер возможна дополнительная окраска ядерным
прочным красным, паракармином или сафранином—световым зеленым. Если
вместо глицерина препараты должны быть заключены в парафиновое масло,
то срезы для обезвоживания проводят через абсолютный спирт и кедровое
масло.
1063. По Хёрру, всякая жидкость, содержащая кислоту, не пригодна
для предварительной фиксации, так как кислота гидролизует фосфолипоиды
и переводит жирные кислоты в свободное состояние. Так, например, ясид-
кость Буэна дает плохие результаты. Наибольшее число чернящихся
капелек жировых веществ Хёрр получал после фиксации в жидкостях Гелли
или Рего (4 часа) с последующей 2-дневной протравой в 3-процентном
бихромате калия и при 3—6-дневном действии . 2-процентной осмиевой
кислоты. Затем заливка в парафин.
По Хёрру, в замороженных срезах также обнаруживается больше
чернящихся жировых капель, если их перед осмированием протравляют
1—24 часа в 3-процентном растворе бихромата калия. На результат влияют
как длительность хромирования, так и продолжительность осмирования.
Так, при слишком длительном хромировании число чернящихся капель снова
снижается.
Специфические методы окраски жира1
СУЛЬФАТ НИЛЬСКОГО ГОЛУБОГО ДЛЯ ВЫДЕЛЕНИЯ НЕЙТРАЛЬНЫХ
ЖИРОВ И ДРУГИХ ЖИРОВЫХ ВЕЩЕСТВ
1064. Смис (1906) считал, что предложенная им окраска сульфатом
нильского голубого позволяет отличать нейтральные жиры (розовые) от
жирных кислот.(синие). В настоящее время мы можем лишь сделать
заключение, что розовая окраска сульфатом нильского голубого означает
присутствие ненасыщенного глицерида (триолеин). Первоначальное предположение
о том, что синяя окраска специфична для жирных кислот, не может
считаться правильным (см. 1065). Так как жировые вещества животных
большей частью представляют собой смеси различных веществ, то наряду с
крайними тонами, розовым и синим, встречаются всевозможные фиолетовые
оттенки. Преимущество метода состоит в том, что наряду с различными тонами
окраски он сохраняет двойное лучепреломление, одновременно окрашивает
ядра и полностью исключает спирт.
1065. По Кауфману и Леману (1926), во всех жировых смесях, в
которых одновременно присутствуют ненасыщенная жирная кислота и
ненасыщенный триглицерид, преобладает синяя окраска -жирной кислоты; тем
самым розовая окраска ненасыщенного триглицерида до некоторой степени
оказывается перекрытой. Кроме того, на результат окраски существенно
влияет прибавление холестерина, лецитина, керазина и глицерина, то есть
веществ, закономерно присутствующих в организме. Так, например,
холестерин и триолеин или лецитин и триолеин, или глицерин и триолеин дают
синюю окраску. При таком положении дела можно считать надежной лишь
1 См. ограничивающие замечания в 1030 и 1031.

Исследование клетки и ее составных частей
255
розовую окраску. Очень отрицательного мнения об этом методе окраски
придерживается Эщер (1919).
1066. Окраску сульфатом нильского голубого нужно производить по
возможности на свежих препаратах или на свежезафиксированных
формалином, так как Бёмингауз показал, что при длительном лежании в течение
нескольких недель в формалине поведение жировых веществ меняется
1067. Проведение окраски сульфатом нильского голубого по
модификации Клееберга (1923): а) фиксирую^ в формалине; замороженные срезы
собирают в дестиллированную воду (или приготовляют свежий
расщепленный препарат); б) окрашивают в насыщенном водном растворе
сульфата нильского голубого, 20 мин.; в) ополаскивают водой; г)
дифференцируют в 1-процентной уксусной кислоте, 10—20 мин. (до появления
чистого тона окраски; при некоторых условиях это наступает уже через 1—
2 мин.); д) основательно промывают в часто сменяемой воде, 1—2 часа; е)срез
помещают на предметное стекло; отсасывают избыток воды; заключают в
глицерин или в тепловатую (не горячую!) глицерин—желатину. Результат:
ненасыщенные глпцериды, триолеин (Лизон) розовые; жирные кислоты
и многочисленные другие жировые вещества и жировые смеси от синего
до фиолетового цвета. Ядра, эластическая ткань темносиние.
ВЫЯВЛЕНИЕ ЖИРНЫХ КИСЛОТ ПО ФИШЛЕРУ
1068. Метод Фишлера (1904) основан на образовании медной соли
в результате реакции между уксуснокислой медью и жирной кислотой,
что ведет к образованию красочного лака с гематоксилином. Первоначально
реакция считалась весьма специфичной, однако позднейшие исследования
ставят эту специфичность под сомнение. Лизон (1936) отрицает какое-либо
гистохимическое значение этого метода.
1069. Кауфман и Леман установили на жировых смесях, что
образование лака с красителем наступало также в многочисленных смесях, в
которых не было и следов свободной жирной кислоты, например в холестерин—
триолеине, в сфингомиэлин—холестерине или лецитине, в глицерин—трио-
леине й многих других. С другой стороны, в 5 случаях реакция отсутствовала,
.несмотря на наличие свободной ^кислоты.
1070. Методика: а) фиксируют в формалине (1 : 10); б) замороженные
срезы помещают на 24 часа в концентрированный раствор уксуснокислой
меди при 35—37°; в) тщательно промывают в сменяемой несколько раз
дестиллированной воде; г) окрашивают (по меньшей мере 20 мин.) в
гематоксилине, предложенном Вейгертом: раствор а: гематоксилина 1,0 а,
абсолютного спирта 10 см3; раствор б: концентрированного водного раствора
углекислого лития 1,0 см3, дестиллированной воды 90,0 см3. Для окраски за
несколько дней до употребления растворы а я б соединяют; д) перекрашенные
в нем срезы дифференцируют в очень разбавленном растворе буры с железо-
синеродистым калием (красной кровяной соли 2,5 г, буры 2,0 г,
дестиллированной воды 100 см3) до тех пор, пока не обесцветятся красные кровяные
шарики; е) основательно промывают в дестиллированной воде; ж)
заключают в глицерин или глицерин—желатину. (Если желают заключить в
канадский бальзам, то его раствордют не на ксилоле, а на бензине. Однако и
тогда не исключено растворение жирных кислот.) Результат: жирные
кислоты" окрашены в густой черный цвет. Кроме того, могут еще окраситься
железо, гемоглобин, известь и зернистость эозинофильных лейкоцитов и
тучных клеток. Одновременно можно подкрасить препарат шарлахом R и
выявить остальные^ жиры. Бенда (1900) первым использовал протраву солями
металлов, как гистохимический прием для обнаружения жирных кислот.
Его наблюдения были подтверждены Эпюром (1919).

Г лив а XVI
1071. Чтобы отличить жирные кислоты от извести, срезы после уксуснот
кислой меди переносят в 1-процентный водный раствор соляной кислоты,
где известь растворяется. Железо мояшо растворить 1-процентной
щавелевой кислотой.
1072. Для окраски калиевых и натриевых солей жирных кислот,
которые растворяются в формалине, материал фиксируют в 10-процентном
растворе формалина, насыщенном салициловокислым кальцием, вследствие
чего указанные мыла переводятся в нерастворимую в воде кальциевую соль
жирной кислоты, которая затем может быть окрашена по 1070 (Фишлер).
1073. Для того, чтобы отличить жирные кислоты от мыл, срезы после
уксуснокислой меди переносят в спирт—эфир, где жирные кислоты
растворяются
_ ХОЛЕСТЕРИН И СОЕДИНЕНИЯ ХОЛЕСТЕРИНА
1074. Для обнаружения холестерина и соединений холестерина особое
значение имеют исследования в поляризованном свете. На свежем
препарате соединения холестерина и, особенно, эфиры холестерина или смеси цх
с триглицеридами выступают в виде двоякопреломляющих капель с темным
осевым крестом. При фиксации формалином капли часто принимают
кристаллическую форму. Для того чтобы определить, имеем ли мы в этом случае дело
с соединениями холестерина или с другими жировыми веществами, препарат
нагревают 15 мин. в термостате (58—60°): соединения холестерина теряют при
этом свое двойное лучепреломление, но по охлаждении до комнатной
температуры снова появляются в виде двоякопреломляющих сферокристаллов
с типичным темным осевым крестом и светлыми квадрантами.
1075. Нужно учитывать, что и нейтральные жиры, жирные кислоты,
а также их смеси могут появляться на препарате в форме кристаллов и тогда
обнаруживается двойное лучепреломление. Однако у них, в отличие от
холестерина и т. д., двойное лучепреломление при нагревании сохраняется.
Кроме того, они никогда не образуют сферокристаллов с осевым крестом.
1076. Осмирование, окраска Суданом или шарлахом, действие
карболовой кислоты уничтожают двойное лучепреломление. При помещении
срезов в сироп левулозы (реже в глицерин) холестериновые соединения часто
превращаются в сферокристаллы: на препаратах, окрашенных Суданом,
в этом случае снова появляется двойное лучепреломление.
1077. Точные заключения о количественном содержаний холестерина
невозможны на основании гистологических данных (см. Таиссен и Гесс,
1945, Фекс, 1920); кроме того, холестериновые соединения становятся
заметными только в том случае, когда количество их достигнет
определенной величины.
1078. Холестериновые соединения окрашиваются Суданом в оранжево-
- желтый цвет, поэтому с помощью этой окраски их нельзя отличить от
других жировых веществ.
1079. Обнаружение холестерина по А. Шулътце. В основе метода
лежит применение на срезах холестериновой реакции Либерман—Бурхарда.
Методика: а) замороженные срезы материала, фиксированного
формалином (по возможности залитого в желатину), выставляют в разведенном
формалине на 4 дня (лучше дольше) на интенсивный дневной или солнечный
свет; б) срезы вылавливают из воды на предметное стекло и тщательно
обсушивают гладкой фильтровальной бумагой (важно!); в) на срез наносят
несколько капель смеси равных объемов ледяной уксусной и
концентрированной серной кислоты (уд. вес. 1,84); при приготовлении смеси, которая может
сохраняться несколько недель, серную кислоту осторожно, по каплям,
прибавляют к уксусной кислоте; г) накрывают покровным стеклом; через
несколько минут реакция окончена. Липоиды, содержащие холестерин,, выде-

Исследование клетки и ее составных частей
257
ляются темносиней окраской. Препараты годны лишь в течение нескольких
часов.
Положительный результат получается лишь в том случае, когда холе*
стерин превращается в оксихолестерин; это происходит либо, как указано
V выше, при многодневном облучении дцевным светом или горным солнцем
(по меньшей мере в течение 6час), или же при протравливании 2,5-процент-
ным раствором железных квасцов (фиолетовые кристаллы; 12—24 часа,
при 37°). Возражения Киммельштиля (1925), повидимому, опровергнуты
А. Шультце и Лёром (1925) и Лауксом (1926).
Этот метод приводит к таким же результатам, как и исследование вйоля-
ризованном свете. Отрицательный результат не доказывает отсутствия
холестерина. Кауфман и Леман обнаружили, что реакция никогда не бывает
положительной при испытании ее на лишенных холестерина жирах и
жировых смесях; зато она оказалась отрицательной в ряде случаев, несмотря
на присутствие холестерина (особенно на смесях, где имелись глицерин,
фревозин или керазин).
1080. Микрохимический метод обнаружения холестерина при помощи
. дигитониновой реакции Виндау. На исследуемый срез действуют под
покровным стеклом каплей 0,5-процентного раствора дигитонина в 85-градусном
спирте. При наличии холестерина он моментально превращается в дигито-
нин-холестерид, быстро появляющийся в виде остроконечных игл или
пучков игл. Дигитонин-холестерид легко может быть идентифицирован по
характеру его растворимости: он нерастворим в воде, ацетоне, эфире,
практически церастворим в холодном 85—96-градусном спирте, легко растворим
в кипящем абсолютном спирте и метиловом спирте, хорошо растворим в ле^
дяной.уксусной кислоте и особенно в пиридине. В хлоралгидрате кристаллы
.исчезают сразу. Обычными жировыми красителями они не окрашиваются.
.Предметные и покровные стекла должны быть абсолютно чистыми; уже
достаточно одного следа от пальца, чтобы реакция дала положительный
результат вследствие наличия холестерина в человеческом поту (Брунсвик, 1922).
1081. Голодец для выявления холестерина накладывает на
замороженный срез покровное стекло, на нижнюю поверхность которого нанесена
капля смеси формалина с серной кислотой (30-процентного формалина 2
части, серной кислоты 5 частей). Ткань, содержащая холестерин, через 1—2 мин.
сильно окрашивается в корйчцево-красный цвет. Чистый холестерин не чер1-
нится раствором осмия. Это свойство можно использовать для того, чтобы
отличить холестерин от олеина и других жиров, которые при действии
формалина с серной кислотой также дают коричневую окраску. Холестерин
растворим в абсолютном спирте, ацетоне, эфире, бензоле й т. п. По Брунс-
вику, эта реакция не вполне однозначна, так как в присутствии формалина
черно-коричневую окраску дают также многие фенолы, жиры и масла.
ЖИРОПОДОБНЫЕ ВЕЩЕСТВА (ЛЕЦИТИНЫ, ЛИПОИДЫ)
1082. Выявление липоидов по Чиаччио (1910): а) маленькие кусочки
фиксируют 2 дня в смеси 5-процедтного водного раствора бихромата калия
80,0 см9, 40-процентного формалина 20,0 см3, муравьиной кислоты 4—5
капель или лучше 5 см3 ледяной уксусной кислоты; б) дополнительно
Хромируют в 3-процентном водном растворе бихромата калия;
продолжительность хромирования варьирует, см. 1085; в) 24 часа промывают в проточной
воде; г) спирты возрастающей крепости, 24 часа; абсолютный спирт, 1—
2 часа; заливка в парафин после проведения через сероуглерод или бензол.
Наклеенные и освобожденные от парафина срезы из 70-градусного спирта
лучше всего перенести в следующий раствор судана III: 80-градусного
этилового спирта 95 см3, ацетона 5 см3, судана—до насьпДения жидкости,
17 в. Ромейс

258
Г л.а в а XVI
нагретой приблизительно до 150°. После охлаждения фильтруют. Срезы
окрашивают в этом растворе 0,5—1 час при 30°, несколько секунд споласкивают
50-градусным спиртом и хорошо промывают в дестиллированной воде.
Можно дополнительно окрасить гемалауном. Заключают в гуммиарабик
по Апати или. в глицерин. Возможна окраска и сульфатом нильского
голубого. Липоиды окрашиваются в оранжево-желтый или же в фиолетовый
и сине-фиолетовый цвет.
1083. Для того чтобы отличить липоиды от нейтральных жиров, Чиач-
чио производит после описанной выше фиксации и хромирования
многодневную обработку смесью Марки (см. 1839); дальнейшая обработка, как указано
выше: По мнению Чиаччио, липоиды при этом должны окрашиваться
Суданом или сульфатом нильского голубого, жиры же вследствие восстановления
осмиевой кислоты оказываются черными; см., однако, 1086.
1084. Казаринов (1910) рекомендует для заключения смесь:
гуммиарабика 50,0 г, тростникового сахара 20 г, воды 50 см*, тимола 0,05 г. После
растворения при 55° фильтруют. *
1085. По Чиаччио, при способе, данном в 1082, ненасыщенные
фосфатиды (лецитин яйца, цефалин, миэлин, куорин и сагидин) становятся
нерастворимыми уже после простой фиксации или 1—2-дневного
хромирования. Смеси из ненасыщенных фосфатидов и холестерина, холестеринового
эфира и насыщенных фосфатидов остаются способными к окраске после 2 —
4-дневного хромирования, насыщенные фосфатиды—после 5-дневного
хромирования. Ненасыщенные жирные кислоты, а также эфиры глицерина к
холестерина даже после 6—7-дневного хромирования при последующей
обработке, повидимому, переходят в раствор.
Таким образом, метод «элективного выявления так называемых
липоидов» Чиаччио основан на допущении, что липоиды, сами по себе
легкорастворимые в спирте, в отличие от названных выше жирных кислот и т. д.,
становятся после хромирования более или менее нерастворимыми, благодаря чему
сохраняют способность окрашиваться Суданом и после заливки.
Как убедительно показали Кауфман и Леман (1928), выводы Чиаччио
нельзя признать правильными. Так, например, оказалось, что все жировые
вещества, исключая насыщенные триглицериды, способны окрашиваться
по методу Чиаччио. Положительный результат говорит лишь о наличии
ненасыщенных жировых веществ с остатком ненасыщенной жирной кислоты.
С помощью метода Чиаччио нельзя отличить так называемые липоиды от
ненасыщенных нейтральных жиров. Обнаружилось также, что, несмотря
на хромирование, довольно значительная часть липоидов при
последующей обработке извлекается из ткани; в то же время большой процент жировых
веществ, не причисляемых к липоидам, остается в ткани. Если они имеюг
ненасыщенный характер, то дают положительную реакцию. Поэтому
реакцию'Чиаччио нельзя считать специфичной для выявления липоидов.
1086. Метод Смис—Дитриха: а) фиксируют в формалине замороженные
срезы; б) срезы 24—48 час. хромируют в 5-процентном растворе бихромата
калия при 37°; в) промывают в дестиллированной воде, сменяя ее 1 раз;
г) окрашивают в уксуснокислом гематоксилине по Кульчицкому
(10-процентный раствор гематоксилина в абсолютном спирте, по крайней мере,,
полугодовой давности 10,0 см* и 2-процентная уксусная кислота 90,0 см*),
4—5 час. при 37°; д) споласкивают в воде; е) на ночь оставляют для
дифференцировки в растворе буры с железосинеродистым калием по Вейгерту
(см. 1822, ж); ж) основательно промывают в воде; з) заключают в левулозу.
Липоидные вещества окрашиваются в черно-синий цвет. Метод
Смис—Дитриха должен окрашивать фосфатиды, цереброзиды, смеси холестерина и
жирных кислот, жирные кислоты и мыла. Однако он таким же образом
окрашивает железо, гемоглобин и гематогенные пигменты.

Исследование клетки и ее составных частей
1087, По Кауфману и Леману, положительной следует признавать лишь
интенсивно черную окраску; серо-синяя окраска совершенно не характерна,
так как появляется при самых разнообразных смесях. «Результат окраски
в большой степени зависит от температуры, поддерживаемой при
окрашиваний». При 60° лецитин и сфингомиэлин (фосфатиды), френозин и керазин
(цереброзиды) окрашиваются в черный цвет. Наиболее -красивую окраску
давали смеси этих веществ с жирными кислотами и триглицеридами. При
прибавлении белка или глицерина реакция очень часто была отрицательной,
несмотря на присутствие фосфатида* Смеси холестериновых эфиров также
окрашивались, смеси же холестерина и жирных кислот окраски не давали.
Все жирные кислоты окраски не давали.
1088. Несмотря на часто высказываемое сомнение в отношении
гистохимического истолкования методов выявления жира, возможность провести
хотя бы только ограниченный гистохимический анализ все же имеется, если
проводить исследование по плану, разработанному Лизоном. Ниже
приводится в сжатой форме ход исследования по этому плану. Необходимое
условие при проведении такого исследования состоит в соблюдении
последовательности, указанной в прописи, так как некоторые из реакций имеют,
значение лишь в том случае, если предварительно было исключено присутствие
других веществ.
Ход гистохимического анализа жировых
веществ
(Сокращенное изложение, по Лизону, 1936)
I. Неокрашенные замороженные срезы в сиропе левулозы—жировые
вещества обнаруживают собственную окраску, обычно желтую, оранжевую
или коричневую.
1. При обработке иодом в йодистом калии (см. 1142) окраска черно-
зеленоватая до темнофиолетовой; при действии хромовой кислоты
обесцвечивание—каротиноиды.
2. Указанные выше реакции отрицательны. При прибавлении серной
кислоты окрашивание в красный цвет (см. 1137)—пигменты изнашивания
(хромо липоиды).
IL Неокрашенные замороженные срезы—жировые вещества не имеют
собственной окраски.
1. Реакция Либерман—Шультце (см. 1079) положительная—окраска
синяя, пурпурная или фиолетовая, в дальнейшем переходит в зеленую.
А. Дигитониновая реакция (см. 1080) положительная, кристаллы
двоякопреломляющие, при гистологических окрасках не окра1^сиваются—
свободный холестерин.
Б. Реакция не дает кристаллического осадка—эфир холестерина.
2. Реакция Либерман—Шультце повторно отрицательная.
А. В сиропе левулозы при скрещенных николях свечение с осевым
крестом—липоиды.
Б. В сиропе, левулозы при скрещенных николях нет свечения или
свечение без осевого креста.
а) Метод Смис—Дитриха (см. 1086) дает интенсивную черную окраску—
липоиды.
б) Метод Смис—Дитриха дает серую окраску или совсем не окрашивает.
Сульфат нильского голубого (см, 1067) дает розовую окраску—ненасы*
щенные глицериды.
Сульфат нильского голубого дает синюю окраску или совсем не
окрашивает—насыщенные или ненасыщенные глицериды, жирные кислоты или
липоиды.
17*

260 _ Глава XVI
О выявлении ацетальфосфатидов см. 1241—1246.' Сводки о выявлении
жировых веществ у Лизона (1936), Нажотта (1937) и Риса (1938).
ВЫЯВЛЕНИЕ ГЛИКОГЕНА
1089. В живой клетке гликоген частично распределен^ в цитоплазме
диффузно, частично связан с гранулами (например, в эозинофильных
лейкоцитах). При действии соответствующих фиксирующих жидкостей он
осаждается в форме зерен и глыбок. После смерти или в вырезанных органах
начинается очень быстро постмортальное исчезновение гликогена,
происходящее тем быстрее, чем выше температура. При действии воды
растворение гликогена сильно ускоряется. Сильное растворяющее действие
оказывает также 5-процентный едкий калий или солянокислый пепсин
(Нолль, 1923).
Препараты, предназначенные для исследования гликогена, должны
фиксироваться в живом, свежем состоянии. Следует избегать
соприкосновения с водой, физиологическим раствором поваренной соли и т. п. как до,
так и после фиксации.
1090. Так как гликоген нерастворим в крепких спиртах, то для его
фиксации большей частью пользуются спиртовыми растворами. Очень
употребителен абсолютный спирт или жидкость Карнуа. Часто также
употребляют . спирт—формалин (1 часть формалина, 3 части 80-градусного
спирта). Обе последние жидкости следует предпочесть абсолютному спирту,
так как они лучше сохраняют тканевые структуры. Общим для действия
всех этих фиксаторов является то, что в наружных зонах препарата, особенно
в клетках, богатых протоплазмой, происходит характерное смещение
зернистого или глыбчатого осадка гликогена, которое называют «бегством
гликогена от спирта». См. также 1092 и 1093.
1091. Нейкирх (1909) фиксирует в жидкостях, насыщенных декстрозой;
этот метод очень рекомендуют также Г. Арндт (1925) и Мюнцер (1928).
Для приготовления замороженных срезов фиксируют в разведенном (1 : 4)
или неразведанном формалине, насыщенном декстрозой (виноградный
сахар). Через 6—24 часа объект переносят в насыщенный водный раствор
декстрозы и нарезают на замораживающем микротоме. Срезы собирают
в раствор декстрозы или в 96-градусный спирт и окрашивают по Весту.
Все водные жидкости, приходящие до окраски в соприкосновение с
препаратом, доляшы быть полностью (важно!) насыщены декстрозой.
Возможна и заливка в целлоидин. В качестве недостатка метода
указывали на то, что при заливке в целлоидин препараты режутся плохо.
1092. В последнее время для фиксации гликогена рекомендуют
различные жидкости, содержащие пикриновую кислоту. Бауэр (1933)
употребляет' главным образом смесь Буэн—Аллена (см. 310). Пастельс и Лео-
нар (1935) также получали при этом методе хорошие результаты, особенно
йа взрослых тканях. Кроме того, они советуют (особенно для эмбриональных
тканей) диоксан—пикриновокислую смесь (диоксана, насыщенного
пикриновой кислотой, 8,5 частей, формалина 1 часть, ледяной уксусной кислоты
0,5 части); в диоксане растворяется до 35% пикриновой кислоты! Срок
фиксации 1 час, затем диоксан и заливка по 353.
1093. Жандр (1937) после фиксации по Буэн—Аллену получал
непостоянные и даже отрицательные результаты. По его наблюдениям гликоген
лучше всего фиксируется следующей смесью: 90-градусного спирта,
насыщенного пикриновой кислотой, 8 частей, формалина 1,5 части, ледяной уксусной
кислоты 0,5 части (жидкости смешивают лишь непосредственно перед
употреблением!): Продолжительность фиксации, в зависимости от величины
кусков, 1—4 часа; затем 90-градусный спирт и т. д. ^

Исследование клетки и ее составных частей
•261
Я могу подтвердить прекрасную сохранность гликогена после
применения этой жидкости. Правда,-«бегство гликогена от спирта» обнаруживается
и в этом случае так же, как и в жидкостях, приведенных в 1092.
1094. Шабадаш (1939) фиксирует гликоген путем инъекции смеси:
96-градусного спирта 55 г, пикрата кальция 35 г, монохлоруксусной
кислоты 5 а, 40-процентного формалина 5 г. Эта жидкость отличается тем,
что уничтожает гликолитические системы, хорошо осаждает гликоген
и быстро проникает.
1095. Заливка и последующая обработка. Для цолучения гликогена
наряду с фиксацией* очень важны способ заливки и последующая обработка.
Обычно в первую очередь рекомендуют заливку в целлоидин, так как в нем
гликоген утрачивает свою растворимость в воде. Для
сравнительных.количественных исследований этот способ, однако, мало подходит, так как из
целлоидинового блока трудно приготовить срезы заведомо одинаковой
толщины. В этом отношении парафиновая заливка имеет несомненное
преимущество. Недостаток же" парафиновой заливки, состоящий в том, что
гликоген на парафиновых срезах более или менее сильно растворяется в
водных жидкостях, можно устранить, если срезы после наклеивания и
освобождения от парафина «целлоидинировать», т. е. покрыть тонким сдоем
целлоидина (см. ниже), который делает гликоген нерастворимым в воде.
Заливку в целлоидин производят по 450, причем кусочки Должны
пропитываться несколько недель. Удлинив сроки, можно пользоваться и
пиридин—целлоидином по 459. Метанол—целлоидин растворяет целлоидин
полностью. Ускоренный целлоидин—парафиновый способ (см. 466)
предохраняет гликоген от растворения лишь в узкой краевой зоне. Вопреки мнению
К. Бауэра (1941), Валльраффа (1939) и других, то же самое имеет место
и при метилбензоат^-целлоидин—парафиновом методе. Это обстоятельство
особенно важно учитывать при применении реакции на полисахариды
(см. Ц04] Ромейр, 1944).
Потеря гликогена может происходить и при наклеивании парафиновых
срезов. Ее можно надежнее всего избежать, используя метод сухой наклейки
с белком по 544. При влажном наклеивании следует применять крепкие
спирты. Для этого чашку с 80—90-градусным спиртом, прикрытую
стеклянной пластинкой, ставят в термостат при 45° и дают срезам плавать на
поверхности. После расправления их вылавливают на обработанные белком
предметные стекла и высушивают в термостате. При наклеивании водой,
30—50-градусным спиртом или смесью Рюитера гликоген более или менее
полно растворяете^ (Ромейс, неопубликованные опыты).
«Целлоидинирование» осуществляют следующим образом: наклеенные
срезы после ксилола и абсолютного спирта помещают на 1—2 мин. в спирт
с эфиром (1 : 1), а затем в 2-процентный раствор целлоидина на спирт—эфире.
Через 2—3 мин. целлоидиновому раствору дают хорошенько стечь с
предметного стекла; стекло ставят отвесно и вытирают с нижней стороны тряпкой.
Как только слой целлоидина на стороне срезов начнет застывать,
предметное стекло помещают для уплотнения целлоидина на несколько минут
в 80-градусный спирт. Целлоидинированный препарат можно спокойно
переносить в воду, не опасаясь потери гликогена.
Целлоидиновый слой можно перед заключением препарата .удалить,
перенеся предметное стекло из абсолютного спирта в спирт—эфир на 3—
5 мин.-; затем абсолютный спирт, ксилол, бальзам.
1096. Для окраски гликогена применяют, в первую очередь, йодную
пробу (см. 1097—1108), открытую Клод Бернаром и имеющую, важное
значение и в настоящее время, далее карминовый метод по Бесту (см. 1102),
а также реакцию на углеводы.с фуксинсернистой кислотой по Бауэру
(см. 1104).

j262 ' _ Глава xv/
Нильсен, Оккельс и Стокгольм-Боррессен (1932) при сравнительных
микро- и гистохимических исследованиях нашли, что с помощью йодной
реакции (см. 1101) и метода Беста по гистологической картине мояшо
количественно различать лишь три ступени: содержание гликогена ниже 1%,
"между 1—4% и выше 4%.
1097. Наиболее старым методом выявления гликогена является так
называемая йодная реакция. Она основана на том, что при действии иода
гликоген интенсивно окрашивается в коричневый цвет. Бели препарат до
обработки иодом смочить слюной, то йодной реакции не получается
вследствие превращения гликогена в сахар. Если слюну прибавляют после
действия иода, то гликоген, окрашенный иодом в коричневый цвет, растворяется;
в то же время другие вещества, как амилоид, лецитин или хитин, которые
под влиянием иода также становятся коричневыми, остаются нерастворен-
ными (слюнная реакция).
1098. Йодную реакцию можно производить на расщепленных
препаратах из свежих и фиксированных тканей, на срезах с залитого и незалитого
материала и на мазках; необходимо лишь, чтобы препараты до этого не
приходили в соприкосновение с жидкостями, которые содержат воду и
растворяют гликоген. Из различных методов проведения этой реакции
рекомендуются следующие (см. 1099—1101).
1099. Йодная реакция по Лангансу (1890): а) препарат помещают
в раствор Люголя (5—10 мин.); б) обезвоживают в абсолютном спирте,
к которому на 4 части прибавлена 1 часть 10-процентной иоДной настойки;
в) просветляют и заключают в оригановое масло. Окантовка по 815 или 819.
Результат: гликоген коричневый. Отчетливее всего гликоген
выделяется на окружающем фоне через 2—3 дня после приготовления препарата.
Препарат может сохраняться не более нескольких месяцев.
Карлетон советует вымывать оригановое масло ксилолом; затем
заключать в бальзам.
Перед помещением в раствор Люголя можно для выявления ядер
предварительно окрасить объект паракармином (см. 543) или гематоксилином
Делафильда (см. 668).
1100. Жандр (1937) употребляет подкраску анилиновым синим, так как
коричневый гликоген более контрастно выделяется на зеленоватом фоне
с синими ядрами. Для этого освобожденные от парафина срезы на несколько
минут помещают в дестиллированную воду, на 60 см3 которой прибавлено
25 капель насыщенного водного раствора анилинового синего, подкисленного
уксусной кислотой. Затем следуют раствор Люголя, дифференцировка
в спирте с иодом, заключение в парафиновое масло.
1101. Йодная проба по Нильсену, Оккельсу и Стокгольм-Боррессену
(1932), Фиксация в абсолютном спирте, заливка в парафин. Срезы
наклеивают сухим способом или 90-градусным спиртом (при нагревании до 45°)
и ставят без удаления парафина в хорошо закрытый стакан, дно которого
Чюкрыто несколькими каплями 5-градусной йодной настойки. Насыщенный
* 'йодом воздух окрашивает отложения гликогена в характерный коричневый
цвет. Через 24 часа срезы освобождают от парафина и покрывают как можно
меньшим количеством иодированного бальзама. Этот простой метод дает
очень хорошие результаты; они совпадают с результатами метода Беста,
которому дают ценное подтверждение. -
1102. Окраска кармином по Весту. Этот меФэд дает великолепные,
ясные картины, на которых выступают даже ничтожные следы
морфологически обнаружимого гликогена благодаря своей яркокрасной окраске. Возра-
Жжение; ^4то при этом, помимо гликогена, окрашиваются в красный цвет и
другие вещества, как, например, слизь, фибрин, гранулы тучных клеток и
желез желудка,.костная ткань, не умаляет значение этого метода. Привнима-

Исследование клетки и ее составных частей
263
тельном исследовании, эти вещества никогда нельзя спутать с гликогенов.
В сомнительных случаях на одном из препаратов до окраски по Весту
производят пробу на растворение слюной (см. 1097). Даже в целлоидиновых
срезах гликоген растворяется слюной полностью обычно уже через час;
в то же время 20-дневное действие водой при 38° извлекает гликоген из
целлоидиновых срезов лишь в незначительном количестве (Патцельт, 1928).
1103. Проведение окраски кармином по Бесту: а) интенсивно
окрашивают ядра кислым гемалауном или гематоксилином Эрлиха; б)
основательно промывают; в) 5—20 мин. окрашивают в следующей
смеси—основного раствора кармина Веста 20,0 см3 (профильтровать!), аммиака 30,0 см3
п метилового спирта 30,0 см3] г) для дифференцировки сразу переносят
(без воды!) в смесь: метилового спирта 40 см3, абсолютного спирта 80 см3,
дестиллированной воды 100 см3. Срок дифференцировки от нескольких
секунд до нескольких минут, пока не перестанут отходить облачка краски
(2 порцип жпдкостп); д) споласкивают 80-градусным спиртом, обезвоживают;
ксилол, бальзам. Результат: гликоген пнтенспвно красный, ядра
спнпе.
Приготовление раствора: на малом пламени кипятят
в течение нескольких минут 2 г кармина, 1 г углекислого калия и 5 а
хлористого калия в 60 см3 дестиллированной воды (осторожно, сильно пенится!).
Цвет краски при этом переходит в тёмнокрасный. После охлаждения
прибавляют 20 см? аммиака. Раствор сразу годен к употреблению и в хорошо
закрытом сосуде в прохладном месте сохраняется летом в течение одного
месяца, зимой месяца два (темная склянка). Перед разведением его следует
профильтровать. Разведенный раствор хранится лишь несколько дней.
1104. Реакция на полисахариды с фуксинсернистой кислотой по
Т. Бауэру (1933). Реакция основана на том, что фиксация в нередуцирую-
тцих смесях, содержащих хромовую кислоту, или последующая обработка
хромовой кислотой вызывает в различных полисахаридах (в гликогене, га-
.лактогене, крахмале, туницине и целлюлозе, но не в инулине) химические
изменения, которые делают эти первоначально растворимые вещества
нерастворимыми в воде. Одновременно в них появляются альдегидные грушто^
ноторые дают с фуксинсернистой кислотой реакцию Шиффа.
Этот метод имеет значение гистохимической реакции и в настоящее
ъремя представляет собой лучший способ морфологического выявления
гликогена. Как и метод Веста, он окрашивает даже мельчайшие частички
гликогена в яркий красный цвет. Он обладает даже некоторым
преимуществом, по сравнению с окраской по Бесту, благодаря своей простой технике*
дешевизне, устойчивости реактивов, отсутствию какого-либо субъективного
момента, связанного с дифференцировкой, так как реакция протекает
автоматически, а также благодаря резкости и превосходно видимой окраске.
Недостатком метода является то, что в срезах, которые не были залиты
в спирт—целлоидин, гликоген может растворяться в начале хромирования,
т. е. еще до того, как он будет захвачен реакцией. Однако этого можно вполне
избежать, если освобожденные от парафина срезы предварительно целлои-
динировать. Отсюда вытекает требование покрывать срезы тонким слоем
целлоидина во всех случаях, когда не производилось продолжительное
пропитывание спирт—целлоидином (Ромейс, 1944; см. также 1095).
Указание Валльраффа и Беднара-Шёбера (1943), что реакция Бауэра
по количеству выявляемого гликогена уступает окраске по Бесту, неверно;
оно объясняется тем, что гликоген при использованной авторами технике
преждевременно переходил в раствор (Ромейс, 1944).
Проведение реакции (возможно после фиксации в абсо-
-шотном спирте, жидкости Карнуа, Буэн—Аллена, Ценкера или по 1092—
1094; о заливке см. 1095): а) освобождение срезов от парафина ксилолом;

1
абсолютный, спирт; целлоидинирование (см. 1095); спирт—эфир, 1—2 мин.;
2-процентный раствор целлоидина, 2—3 мин.; 80-градусный спирт, 3—5 мин.;
дестиллированная вода (один раз сменить); б) помещают на 1 час в
свежеприготовленный . 4-процентный раствор хромовой кислоты (в темноте).
Продолжительность хромирования и концентрация раствора хромовой кислоты
имеют решающее влияние на силу реакции. Слишком большая
концентрация, как и. слишком длительное действие, приводит к исчезновению
реакции (Бауэр). Поэтому при сравнительных исследованиях нужно *
точно придерживаться указанных выше оптимальных сроков; в) промывка
в проточной воде, 5 мин.; помещение в фуксинсернистую кислоту
(приготовление см. 1235), на 10—15 мин.; д) промывка в воде, содержащей двуокись
серы (3 порции, в каждой по 5 мин. для надежного удаления всей фуксин-
сернистой кислоты; приготовление см. 1235); е) промывка в проточной
воде, 10 мин. (по Жандру, 2 часа); ж) интенсивная подкраска ядер
гемалауном; промывка в обычной воде, 10 мин.; 80—96-градусный и абсолютный
спирт;1 освобождение от целлоидина в спирт—эфире; абсолютный спирт;
ксилол; бальзам.
. Для окраски ядер больше пригоден гемалаун, чем гематоксилин Эрлиха,
так как в последнем ярко окрашенный в красный цвет гликоген приобре-^
тает синеватый оттенок и тускнеет (Ромейс).
Результат: гликоген интенсивно красно-фиолетовый, ядра синие.
О различении гликогена, галактогена, целлюлозы, туницина и хитина,
которые все дают положительную; реакцию, см. Лизон (1*936).
1105. Предположение Г. Бауэра о том, что реакция обусловливается
лишь полисахаридами, нуждается в ограничении. Как установили Валль-
рафф и Беккерт (1940), ею окрашиваются и другие части тканей, например
образующие слизь клетки в слюнных железах и желудочно-кишечнрм
канале, блестящая оболочка яйцевых клеток, гиалиновое вещество в
атлетических фолликулах 'и тельцах Гассаля, коллоид щитовидной железы
и гипофиза, а также фибриноид плаценты. В общем особого повода для:
смешения нет. В сомнительных случаях вопрос легко решается
проведением реакции на слюну (см. 1097), которую следует проводить на срезах.,
освоСюжденных от парафина,'перед хромированием и окраской. В то время
как гликоген при этом растворяется, окраска упомянутых выше тканевых
структур остается неизмененной. После проведения реакции на углеводы:
слюна больше не растворяет окрашенного гликогена (в отличие от того,
что наблюдается после окраски по Бесту). Из этого можно заключить, что-
гликоген под действием хромовой кислоты и фуксинсернистой кислоты
переходит в неперевариваемоё окрашенное соединение. Указанное
ограничение, по-моему, не снижает ценности реакции.
1106. Для одновременной фиксации гликогена и жира Гелей (1913)>
разбавляет 1—2-процентный раствор осмиевой кислоты таким же
количеством абсолютного спирта. Чтобы подавить восстановление осмиевой
кислоты спиртом, прибавляют немного йодистого натрия и фиксируют-
в холодильнике при 0°. После этого при 5—10-кратном удлинений срока,
окраски гликоген очень элективно выявляется методом Беста. Кроме того,
Гелей рекомендует фиксацию в смеси: 1-процентной осмиевой кислоты
(1 часть), 4-процентного бихромата калия (2 части), абсолютного спирта
(3 части); в этом случае фиксируют при 0°. После фиксации (24 часа) в одной,
из этих жидкостей промывают охлажденным на льду 55-градусным
спиртом. Если фиксируют второй жидкостью, то для окраски митохондриев:
можно еще присоединить окраску цельных кусочков осмиевым:
гематоксилином- по Шультце. ' ' .
1107. Г. Арндт (1925) рекомендует следующий метод для
одновременной окраски гликогена и жира: а) фиксируют в формалине, с декстрозой
264- - 1 Г.ллв-л ЛЖГ'_._ _

Исследование клетки и ее составных частей
265
(см. 1091), 24 часа; нарезают на замораживающем микротоме; б) срезы
собирают в воду, насыщенную декстрозой, или в 70-градусный спирт; в)
окрашивают кармином по Бесту (см. 1102), 1 час; г) дифференцируют в метил-
алкогольной смеси Беста; д) окраска ядер в гемалауне, насыщенном
декстрозой; е) очень быстро споласкивают в насыщенном водном растворе
декстрозы; ж) 70-градусный спирт, 1 мин.; з) окраска в хлорофилле-(по 1052),
3 мин.; и) 70-градусный спирт* 1 мин.; к) ополаскивают водным раствором,
декстрозы (очень быстро; осторожно!); л) заключают в левулозу.
Результат: гликоген красный, жир зеленый, ядра синие.
1108. О гистохимических методах обнаружения редуцирующих
углеводов см. Штюлер (1923). По Вольфу (1925), все описанные до сих пор
гистохимические методы обнаружения сахара (в том числе метод Штюлера)*
неудовлетворительны. _ Его собственные усилия найти надежную реакцию-
также остались безрезультатными.
ИССЛЕДОВАНИЕ ПИГМЕНТОВ
1109. В животном организме различают пигменты гематогенные и
автогенные. К гематогенным пигментам относятся гемоглобин и его
производные (гемосидерин, гематоидин, гематопорфирин, малярийный пигмент,
а также красящий вещества желчи—билирубин и биливердин). К автогенным:
пигментам обычно относятся очень лабильные каротиноиды (липохромы),
пигменты изнашивания (липофусцины, хромолипоиды) и меланин.
1110. Для различения названных пигментов руководящее значение
имеет не столько их вид, сколько их отношение к кислотам, щелочам,
растворителям жиров, реактивам на железо, солям серебра и к определенным-
красителям. При этом, естественно,. особенно большое значение имеют
исследования свежих, нефиксированных и неокрашенных препаратов.
В качестве фиксирующих жидкостей используют главным' образом
абсолютный спирт и нейтральный формалин. Следует избегать жидкостей,
содержащих тяжелые металлы и кислоты. Очень важно также применение
химически чистых реактивов; на это приходится обращать особое внимание
при исследовании содержания железа в некоторых пигментах. Подробнее
об этом см. Гюкк (1912, 1921).
1111. Прилагаемая табл. 4 составлена пб Гюкку (1921); она дает обзора
отношения главнейших пигментов человека к наиболее употребляемым-
при их исследовании реактивам. В то время как удается отличить с
достаточной достоверностью гематогенные пигменты от автогенных, провести
столь же надежно разграничение меланина от пигментов изнашивания-
(липофусцин) затруднительно. Очень часто устанавливается одновременное*
присутствие обоих пигментов. Пигмент изнашивания не всегда
сопровождается жиром. Это в известной мере ограничивает достоверность таблицы]
(Гюкк, 1921).
Общие методы исследования пигментов
1112. Для испытания растворимости пигментов обычно наносят
небольшую каплю реактива на исследуемый срез и изучают его, накрыв
покровным стеклом. В других случаях накладывают покровное втекло на
восковых ножках (см. 141), а испытуемое вещество пропускают под ним
вместе с током жидкости. В качестве кислот чаще всего пользуются
соляной, серной, азотной и уксусной кислотами, из щелочей—едким натрием,
едким калием, аммиаком и раствором соды.
1113. Из растворителей жиров -обычно ограничиваются спиртом,
ацетоном, эфиром и хлороформом. Часто бывает необходимо действовать наг
срез жидкостью в. кипящем виде.

ОТНОШЕНИЕ ГЛАВНЕЙШИХ ПИГМЕНТОВ ЧЕЛОВЕКА К НАИБОЛЕЕ УПОТРЕБИТЕЛЬНЫМ РЕАКТИВАМ (по Гюкку, 19^ ^аЛ)4* ^.
Морфологические свойства
Гематогенные пигменты
Малярийный пигмент
верна
черно-коричневого цвета
Гематоидпн
' кристаллы или верна
красноватого или желто-
коричневого цвета
Гемосидерин
глыбки, капли или
верна от волотисто-
желтого до
коричневатого цвета
Автогенные пигменты
«Пигмент и8нащива-|
няя, содержащий
жир»
капли или верна

желтовато-коричневатого цвета
Меланин
кристаллоподобные
маленькие иглы или
верна коричневатого
цвета
Микрохимические свойства
Отношение к кислотам (HN03,
H2S04, HCl, CH3GOOH)
Отношение к щелочам (КОН,
NH8, сода)
Отношение
♦жира
Отношение
агентам
Отношение к
железо
к
к
растворителям
отбеливающим
реактивам ва
Отношение к красителям и
цветные реакции
Отношение к основным
красителям (нильский голубой,
нейтральный красный)
Отношение к жировым
красителям (судан III/ шарлах R
и метод Чиаччио)
Отношение к методам Фишлера,
Смис—Дитриха, Вейгерта (мя-
котные оболочки)
Отношение к осмию
Отношение к азотнокислому
серебру
В спиртовых
растворах кислот
(теплых) растворим
Растворим
Нерастворим
Отбеливается
Отрицательное
Концентрированной
серной и азотной
кислотами разлагается
в форме реакции
Гмелина
Разрыхляется и
размельчается
Растворим (плохо)
Не изменяется
Отрицательное
Отрицательное
Отрицательное
Отрицательное
Отрицательное
Отрицательное
Отрицательное
Отрицательное
Отрицательное
Отрицательное
Отрицательное
Растворим
Нерастворим
Нерастворим
Не изменяется
Всегда
положительное
Отрицательное
Отрицательное
Положительное
Отрицательное
Отрицательное
-Нерастворим
Нерастворим,
лишь иногда
разрыхляется
Частично
растворим
Отбеливается
Отрицательное
Нерастворим
Нерастворим
Нерастворим
Отбеливается
Отрицательное
Всегда
положительное
Частично
положительное
Частично
положительное
Частично
положительное
Отрицательное
Отрицательное
Отрицательное
Отрицательное
При вторичном
осмировании
положительное
П о л ожите льное

.Исследование клетки и ее составных частей
267
1114. Для отбеливания пигментов служит ряд методов; все они
сводятся к использованию сильно окисляющих веществ. Способность
отбеливаться характерна для пигментов изнашивания и меланинов; гемосидерин
м гематоидин не отбеливаются.
При очень, нежных препаратах отбеливание можно провести и на
срезах, не освобожденных от парафина. Продолжительность обработки при
•Этом увеличивается,но препарат повреждается меньше.
1115. Отбеливание служит не только для того, чтобы установить
способность данного пигмента к отбеливанию; оно используется также для
устранения коричневого цвета, который мешает определению способности
пигмента к окрашиванию. Это особенно способствует отличению пигмента
изнашивания от меланина. В этом случае отбеливают лишь настолько,
^тобы пигмент сильно обесцветился, но все еще оставался заметным. Если
затем покрасить сульфатом нильского голубого (см. 1123), то резко
выступит разница между окрашенным в синий цвет пигментом изнашивания
и неокрашивающимся меланином.
1116. При изучении пигментов лучшим средством для отбеливания
является, по Гюкку, 3—5-цроцентный раствор перекиси водорода. В
зависимости от вида пигмента, при действии на срезы требуются для отбелцвания
1—3 дня. Слишком длительная обработка вызывает мацерацию.
1117. По Штраусу (1932), прибавление едкого калия сильно ускоряет
отбеливающее действие Н202 (меланин отбеливается в течение 1—2 час.
вместо 2—3 дней). Поэтому он советует употреблять 3-процентный раствор
Н202, содержащий от 0,5 до 0,7% (не больше) КОН. Если производят еще
дополнительную окраску, то лучше прибавлять вместо КОН 1-процентный
вторичный фосфат натрия (Na2HP04). После отбеливания быстро
нейтрализуют в 1-процентной уксусной кислоте и промывают в воде.
1118. Отбеливание свободным хлором по П. Майеру (1908, 1910). При
точном выполнении прописи легко избежать повреждения препарата.
На дно хорошо закрывающегося стаканчика для краски помещают
несколько кристаллов хлорноватого калия, наполняют стаканчик 70-градусным
спиртом и' помещают в него приклеенные белком и освобожденные от
парафина срезы. Лишь после этого наливают пипеткой непосредственно на
кристаллы 1—2 см? концентрированной соляной кислоты. Этим достигается
то, что соляная кислота долго остается на дне и лишь поздно доходит до
срезов; образующийся же хлор быстро распределяется в спирте и окрашивает
его в зеленый цвет. Процесс отбеливания, который может длиться до 24 час,
контролируют под микроскопом.
1119. Отбеливание хлорноватистой кислотой по К опту-(1928). Для
приготовления хлорноватистой кислоты смешивают непосредственно перед
употреблением равные части свежепрофильтрованного 5-процентного
водного раствора хлорной извести и 1-процентного водного раствора хромовой
кислоты. При действии на срезы свежеприготовленным раствором даже
наиболее устойчивые пигменты обесцвечиваются уже через 10—20 мин.,
без снижения способности препарата к окрашиванию. Поэтому данный способ
ж>жет быть вполне рекомендован.
С другой стороны, вряд ли можно советовать применять его на цельных
кусочках, так как действие смеси на расположенные глубоко части ткани
незначительно, а при длительном воздействии кислотой (24 часа и дольше)
наступает мацерация.
112Q. Отбеливание диафанолом по П. Шульце (1922). Диафанод (диокси-
уксусная кислота), несмотря на интенсивное отбеливающее действие, лишь
незначительно затрагивает тканевые структуры. Так как диафанол сильно
действует и в глубину> то он вполне применим и для отбеливания в кусочках.
В этом случае препарат после фиксации доводят до 96-градусного спирта,

268
Глава XVI
а затем переносят через 65-градусный спирт в диафанол. Обработку.проводят
в стаканчиках с притертыми пробками на рассеянном дневном свету. При
обесцвечивании дйафанола его следует сменить. После этого промывают
в 65-градусном спирте и т. д. (см. также 2300). Таким же путем можно чере^
65-градусный спирт помещать в диафанол для отбеливания и срезы.
Диафанол (так же, как смесь С102 с азотйой кислотой) можно
применять и для отбеливания осмированной или хромированной ткани.
1121. Отбеливание перманганатом калия—щавелевой кислотой (по Люст-
гартену, Альфиери, Вератти и др.) на многих пигментах дает результат
лишь после длительной обработки, которая нарушает способность ткани
к окраске. При этом приклеенные парафиновые срезы часто отстают (Копт,
1928). Альфиери отбеливает перманганатом калия 1 : 2000 вплоть до
удаления пигмента; затем 0,3-процентной щавелевой кислотой до побеления
срезов. После этого основательная промывка и т. д.
1122. Обнаружение железа производят по 1204, демаскируют скрытое*
в пигменте железо по 1212. Кремер (1937) демаскирует железо в печени
и в пигменте селезенки холоднокровных после фиксации абсолютным
спиртом и парафиновой заливки при помощи 3—5-дневной обработки и
3-процентной перекиси водорода.
1123. Окраска пигментов основными каменноугольными красителями
дает до известной степени возможность разграничения групп благодаря
тому, что пигменты изнашивания ими окрашиваются, тогда как меланинг
гемосидерин и гематоидин остаются неокрашенными. Из многочисленных,
пригодных для этой цели красителей, Гюкк особенно советует нильский
голубой и нейтральный красный. Срезы окрашивают 15—30 мин. в
свежеприготовленном насыщенном растворе нильского голубого и основательно диф-5
ференцируют в 1-процентной уксусной кислоте.
1124. Нейтральный красный рекомендовал уже Кон (1909) в. качества
превосходного красителя, особенно пригодного для исследования пигментов:
изнашивания в свежем состоянии. Для этого расщепленный кусочек
помещают в сильно разведенный раствор нейтрального красного на
0,9-процентном растворе поваренной соли; через 10—30 мин. зернышки пигмента
изнашивания окрашиваются в яркокрасный цвет.
1125. По Фолькману (1932), на срезах предварительно окрашивают ядра
галлоцианином—хромовыми квасцами (см. 734), а после этого красят под
контролем микроскопа в 0,5-процентном водном растворе нейтрального красного
(5, 10, 30 мин.). Как только будет достигнута четкая красная окраска
пигмента, препарат споласкивают, обсушивают тряпкой и фильтровальной
бумагой и, избегая спиртов,^проводят через терпинеол и ксилол и
заключают в цедакс.
1126. Человеческий пигмент изнашивания в зрелом состоянии, а также
его пропигмент отчетливо и полно окрашиваются по следующему методу,
предложенному Фолькманом (1932). Фиксация может быть любой; пригодны
даже сильно хромированные препараты, но не годятся только сильно осми-
рованные объекты. Парафиновые или замороженные срезы помещают для
окраски на 5—15 мин. в раствор генцианового фиолетового по Граму (см. 703)*
После ополаскивания водой дифференцируют в 80^градусном спирте почти
до полного обесцвечивания клеточной протоплазмы (1/4, 1, 2 часа); затем
через 96-градусный и абсолютный спирты в ксилол. Хромированные
препараты переносят непосредственно из 80-градусного спирта через терпинеолс
в ксилол. Результат: пигмент изнашивания темнофиолетовый,
пропигмент в зависимости от степени зрелости и плотности окрашивается в более
светлый или более темный цвет.
В затруднительных случаях Фолькман окрашивает сперва гемалауном,.
затем нейтральным красным и, после споласкивания, 2—5 мин. генциановым

Исследование клетки и ее составных частей
269
«фиолетовым; наконец дифференцировка в 80-градусном спирте. Пигмент
очень резко окрашивается в черно-фиолетовый цвет.
1127. По Ромейсу (1940), очень ясную окраску пигмента изнашивания
дает полихромный метиленовый синий (см. 1412).
1128. Окраска жировых пигментов производится Суданом по 1045,
дпарлахом по 1046, Суданом черным по 1050.
Об окраске по Фишлеру см. 1068, по Смис—Дитриху см. 1086, по Вей-
терту см. 1424. Осмирование проводится по 1060 или 1062.
1129. При испытании отношения пигмента к растворам серебра следует
резко различать аргентаффинность от аргирофилии (аргентофилии). Под
•аргентаффинностыо понимают способность определенных структурных
элементов ткани самостоятельно редуцировать раствор аммиачного серебра, без
/применения какого-либо последующего восстановителя. Такую реакцию
цают полифенолы, аминофенолы и полиамины в орто- и пара-положении
{Лизон, 1936). Испытание на аргентаффинность лучше всего производить
методом Массона с применением раствора Фонтана. Об аргирофилии см. 1131.
Реакцию можно проводить на свежей ткани или на срезах из
фиксированной (например, жидкостями Буэна. Карнуа, формалином и т. п.) и
залитой ткани. Освобожденные от парафина срезы нужно перед.реакцией
тщательно промывать дестиллированной водой, в течение 2—3 час.
Методика; а) срезы помещают в раствор Фонтана (см, ниже) на
2А часа в темноте. Стаканчик для окраски должен быть хорошо закрыт;
<5) обильно споласкивают дестиллированной водой; в) 5-процентный раствор
•серноватистокислого натрия, 3—5 мин.; г) промывают в проточной воде,
15 мин. Окрашивают ядра квасцовым кармином, ядерным прочным красным
я т. п.; д) спиртовый ряд; ксилол; бальзам. Результат: аргентаффинные
вещества черные (подчас разных оттенков), ядра красные.
Для приготовления раствора Фонтана к 5-процентному раствору
азотнокислого серебра приливают по каплям аммиак (все время, взбалтывая)
до тех пор, пока образующийся при этом осадок вновь не растворится. Затем
осторожно прибавляют капля за каплей 5-процентный раствор азотнокислого
•серебра до появления неисчезающей мути. Готовая жидкость не должна
пахнуть аммиаком. Перед употреблением ее декантируют.
Метод Массона изложен выше по прописи Гамперля (1925).
Первоначальный оригинальный метод отличался тем, что Массой после промывки в
дестиллированной воде помещал срезы на 5—10 мин. в 0,1-процентный раствор
хлорного золота. Наряду с этим существует еще ряд других прописей
{например, Хазегава, 1923; Тёрё, 1929; Огата, 1923, и других), которые более
или менее различаются как в отношении техники, так и в отношении
получаемых результатов (Гамперль, 1932). Поэтому при подобных исследованиях
нужно всегда точно указывать использованную технику. Методы,
предложенные для импрегнации цельных кусочков, дают непостоянные результаты.
ИЗО. Гюкк, Линьяк (1921) и другие помещают препараты из
дестиллированной воды на 24 часа в 1-процентный раствор азотнокислого серебра.
Здесь также имеет место аргентаффинность, тдк как реакция идет без
содействия постороннего редуцирующего вещества.
1131. Аргирофилией называют способность многих веществ самой
различной природы чернцться при обычных методах серебряной импрегнации
по Бильшовскому, Рио-Хортега, Ачукарро, Рансону и другим под
последующим воздействием редуцирующего вещества (формалин, гидрохинон, таннин
я т. п.). ^
В случае метода Фонтана, когда ткань до раствора Фонтана помещают
в таннин, почернение также обусловливается аргирофилией. Аргирофилии,
в . отличие от аргентаффинности, нельзя приписывать гистохимического
значения.

276
Глава XVI
1132. При исследовании пигмента следует пользоваться не только
проходящим светом, но и падающим поляризованным светом, а также
освещением в темном поле. Очень важны контрольные исследования на живых
или переживающих объектах. И в этом случае падающий свет может быть
также полезен (см. 63 и 64).
1133. В качестве примера исследования, служащего для общей
ориентировки в характере присутствующего пигмента, можно привести ход
исследования, предложенный Линьяком (1921).
Препарат, зафиксированный в абсолютном спирте или спирт—формалине,
постепенно переносят в дестиллированную воду и нарезают на
замораживающем микротоме. Из дестиллированной воды срезы помещают на 24 часа
в 1-процентный раствор азотнокислого серебра (в темноте). После промывки
в дестиллированной воде срезы накрывают покровным стеклом и
исследуют. Присутствующий кожный пигмент (меланин) чернится. Если
прибавить раствор Люголя (1—2 часа), затем дестиллированную воду и
10-процентный раствор гипосульфита, то почернение исчезает, и снова появляется
собственная окраска пигмента.
Для дальнейшей характеристики пигмента срезы снова промывают
дестиллированной водой и прибавляют 3-процентную перекись водорода
(повторяют несколько раз). Через 24—36 час пигмент изнашивания,
малярийный и кожный пигменты полностью отбеливаются, а гематоидин и гемо-
сидерин не изменяются. Последний узнают по положительной реакций на
железо.
О «формалиновом пигменте», часто образующемся после фиксации
формалином, см. 274.
Специальные указания о пигментах и их выявлении
1134. Гемоглобин. О выявлении гемоглобина при ломощи окраски см-
1436.
1135. Гемосидерин. Место нахождения: застойное легкое, селезенка.
Располагается большей частью внутриклеточно. Реакция на железо всегда
положительная. Нерастворим в спиртах, растворим в кислотах, не
отбеливается, неаргентаффинен, лишен жира.
1136. Гематоидин. Место нахождения: тромбы, экстравазаты, апоплек-
тические очаги, ткани желтушных новорожденных. При прибавлении
концентрированной серной кислоты кристаллы становятся сначала огненно-
красными, затем последовательно фиолетовыми, синими и, наконец,
зелеными (реакция Гмелина). Располагается преимущественно между тканями.
Реакция на железо всегда отрицательна. Нерастворим в разбавленных
кислотах, воде, спирте, эфире; растворим в щелочах.
1137. ШигмеЩь изнашивания (старческий пигмент, коричневый пигмент,:
хромолипоид, гемофусцин, липофусцин, липомеЛанин). Место нахождения:
атрофическая сердечная мышца, стареющие органы. Старческие пигменты
представляют собой жировые вещества или их производные. Они обладают
собственной окраской, которая в ходе окисления становится темнее.
Одновременно растворимость их в жировых растворителях снижается, вплоть
до полной нерастворимости. Нерастворимы в воде, кислотах и щелочах»
При действии концентрированной серной кислотой никогда не получается
синей окраски (в отличие от каротиноидов), зато часто происходит
окрашивание в красно-коричневый цвет. Окрашиваются красителями жиров
(особенно отчетливо видны после отбеливания в Н202), даже после заливки в
парафин. Отбеливание пигмента изнашивания требует более длительного
действия Н202, чем в случае меланина. Неаргентаффинен. Реакция на
железо иногда положительная.

Исследование клетки и ее составных частей
27*
1138. Меланин. Место нахождения: главным образом в эктодерме и?
тканях эктодермального происхождения. Нерастворим в воде, кислотах ж
растворителях жиров. Более или менее растворим в концентрированном
едком калии и натрии. Легко отбеливается окислителями. Типично аргентаф-
финен (и на стадии пропигмента). Красителями жиров, а также нильским
голубым, генциановым фиолетовым и т. п. не окрашивается»
1139. Пропигмент меланина становится видимым при применении
предложенной Блохом (1917b) диоксифенилаланиновой реакции (Допа, см. также?
1178).
1140. В поляризованном свете зернышки меланина обнаруживают
простое лучепреломление, йри темнопольном освещении они ярко отсвечивают-
беловатым светом.
1141. Для исследования на живом препарате особенно удобны оторочки*
плавников личинок лягушки, тритона и саламандры. Для изучения
внутриклеточных токов пигментных зерен можно указать на предложенный Бал-
ловпцем (1914) объект—оболочку спинного мозга Gobius minutus. Те же-
объекты, а также чешую рыб можно использовать и для приготовления:
постоянных тотальных препаратов. Поскольку меланин очень устойчив, то»
его фиксация не-представляет трудностей. В. И. Шмидт особенно рекомендует
спирт—формалин и окраску гематоксилином Делафильда.
1142.'кЯаротиноиды (липохромы) представляют собой очень лабильные
ненасыщенные углеводороды; в организме они обычно находятся
растворенными в жирах. Цвет от желтого до красного. В организме человека
встречаются редко (например, в молодых лютеиновых клетках), у нийпих же
животных—часто. Нерастворимы в воде, глицерине, разбавленных водных
растворах кислот й щелочей. Медленно растворяются в холодном спирте, лучше
в ацетоне, эфире, хлороформе, бензине и толуоле; легко растворимы в
сероуглероде. Очень легко отбеливаются 1-процентной хромовой кислотой и даже
просто кислородом воздуха и солнечным светом. Очень характерно для них
появление синей окраски при прибавлении концентрированной серной
кислоты, а также йодная проба с раствором иода в йодистом калии (1 г J; 7 г KJ;.
100 см8 Н20), дающая темнофиолетовую окраску с металлическим блеском..
Этим каротиноид легко отличается от пигмента изнашивания.
1143. Каротиноиды присутствуют у животных в виде - растворенных
в жиру мелких окрашенных капелек или мельчайших зернышек и
палочковидных кристаллов (или кристаллитов), дающих в поляризованном свете
двойное лучепреломление. Клетки, обладающие желтым красящим веществом,,
называются ксантофорами, красным—эритрофорами; общее название
клеток—липофоры.
1144. В качестве объекта для изучения в переживающем состоянии
особенно удобны задние края щитков, покрывающих наподобие черепицы
брюхо наших ящериц (В. И. Шмидт, 1917). Животное изгибают таким образом,
чтобы его брюшная часть выпятилась вперед, а чешуйки раздвинулись. Тогда:,
изогнутыми ножницами срезают задний край чешуйки шириной 0,5—1 мм,
переносят в физиологический раствор NaCl на предметное стекло, повернув
наружной стороной к покровному, и окантовывают воском. Можно также
использовать замороженные срезы из нефиксированного материала (кожа лягушки,,
саламандры, слизистая рта молодых птиц). Реакцию с серной кислотой
проводят на тонких пленках кожи или на замороженных срезах, причем
кислоту следует концентрировать или прибавлять в избытке. Мешающие
наблюдению гуанофоры можно, не повреждая липофоров, растворить с
помощью NaOH или КОН.
1145. Приготовление постоянных препаратов очень затруднено
растворимостью красящего вещества. Лучше всего помещать свежие объекты
в глицерин. Лишь у некоторых липофоров, например в эпидермисе взрослой

272
Глава XVI
огненной саламандры, в кутисе личинок тритона, саламандры и лягушки,
зернисто-кристаллическое красящее вещество настолько устойчиво, что
маленькие кусочки можно быстро обезводить в абсолютном спирте и быстро
перевести через кедровое масло в иммерсионное масло.
1146. Каротиналъбуминами называются пигменты самого различного
цвета, представляющие собой соединение каротиноида с белковым веществом.
Признаки: в воде дают коллоидные растворы, в органических растворителях
вообще нерастворимы. При кипячении или действии фиксаторов белка
альбумин осаждается, а каротиноид освобождается (например, панцырь омара);
. Лизон (1936).
1147. Аллофоры представляют собой пигментные клетки, содержащие
нерастворимое в спирте красящее вещество от желтого и до красного цвета.
В. поляризованном свете они обнаруживают простое лучепреломление.
При темнопольном освещении часто получаются очень красивые цветные
картины. Местонахождение: в коже костистых рыб (см. Балловиц, 1913 а и Ь),
рептилий {хамелеон, ящерицы, змеи) и амфибий (например, Rana fusca).
1148. Для фиксации аллофоров служат главным образом спирт и
сулема. Очень кислые фиксирующие жидкости могут повредить красящее
вещество. Аллофоры можно .более четко выделить, если присутствующие
одновременно гуанофоры разрушить с помощью щелочей. Если это
невозможно, то исследуют места, бедные гуанофорами или лишенные .их.
1149. Наряду с тотальными препаратами в бальзаме можно исследовать
л срезы (лучше всего неокрашенные, так как гранулы аллофоров могут в
•сильной степени накоплять искусственные красящие вещества, вследствие
чего маскируется естественная окраска). Если препарат приходится.декаль-
цинировать, как, например, при окостенений.кожи, то красящее вещество
•аллофоров большей частью уничтожается.
1150. Гуанофоры (иридоциты, лейкофоры) представляют собой
пигментные клетки, в которых содержатся мелкозернистые или ясно выраженные
кристаллические включения гуанина. Для обнаружения малых количеств
важно, что кристаллы гуанина обладают двойным лучепреломлением, причем
часть кристаллов, конечно; может оставаться темной вследствие совпадения
оптических осей. При включении красной гипсовой пластинки 1-го порядка
появляются яркие интерференционные цвета. Для наблюдения при
освещении в темном поле рекомендуется заключать в цедакс.
1151. Гуанин растворяется в сильных кислотах и щелочах. Поэтому его
^фиксируют в спирте, спирт—формалине или в сулемовых смесях/
Формалин должен быть тщательно нейтрализован. Однако препараты не следует
оставлять в формалине в течение нескольких дней,-так как иначе гуанин
может разрушиться. В пикриновой кислоте легко образуется пикрат гуанина?
в связи с чем следует избегать ее употребления. По Милло, уксусная кислота
в разведениях, используемых в технике . фиксации, вредного действия не
♦оказывает.
1152. Жидкости, содержащие квасцы, действуют растворяюще. Так,
-например, можно удалить гуанин, помещая срезы в 5-процентный раствор
железных квасцов, что бывает полезно при изучении ядра и цитоплазмы
хуанофоров. Обычные растворы гематоксилина могут повреждать кристаллы
гуанина, так как в них большей частью содержатся квасцы. Поэтому
гематоксилин используют в очень разведенном виде и окрашивают им как можно
быстрее (Балловиц, 1914а). В. И. Шмидт применяет разведенный
гематоксилин Делафильда.
1153. Не всякая окраска кожи и кожных органов у позвоночных
обусловлена пигментами, большей частью играют роль и структурные окраски
или сами по себе, или в сочетании с пигментами, как это имеет место при зеле-
шой окраске кожи лягушек. Структурная окраска обычно связана с очень

Исследование клетки и ее составных частей
273
тонкой структурой, которая создает феномен окраски благодаря
интерференции падающего света или вследствие создания мутной среды. Структурная
окраска исчезает, если устранить оптические различия, что происходит,
например, под выравнивающим влиянием среды для заключения (например,
при пропитывании бальзамом синих перьев птиц).
Подробности о технике, применяемой для изучения -структурной
окраски, см. у Бидермана (1904).
Литература об исследовании пигментов: Бидерман (1904), Гюкк (1912,
1921), Лизон (1936), Оберндорфер (1921), В. И. Шмидт (1917, 1918), Шмидт-
ман (1928), Берн (1926).
ВЫЯВЛЕНИЕ ФЕРМЕНТОВ
Оксидазные реакции (фенФлазы)
1154. Винклер (1907) получал в цитоплазме лейкоцитов окрашенную
в синий цвет зернистость, воздействуя сс-нафтолом с последующей
обработкой диметилпарафенилендиамином. Реакция (синтез индофенолового
синего) обусловлена окислительными ферментами (оксидазы)1 указанных
клеток. В дальнейшем В. И. Щультце разработал этот метод и с его помощью
доказал наличие рксидаз в многочисленных других клетках. Интересно, что
реакция никогда не происходит внутри ядра, а наблюдается лишь в
цитоплазме. Метод Винклер—Шультце, который справедливо называют
реакцией индофенолового синего, с течением времени претерпевал ряд изменений,
часто лишь незначительных-, но тем не менее нередко существенно менявших
результат. Поэтому при проведении этих реакций необходимо точно
руководствоваться отдельными прописями. Несомненно, во всей этой области до
настоящего времени еще много неясного. Некоторые авторы (например,
Голланд, 1918) вообще оспаривают ферментную природу окрашивающихся
веществ (Лизон, 1936).
РЕАКЦИЯ ИНДОФЕНОЛОВОГО СИНЕГО ПО ВИНКЛЕР—ШУЛЬТЦЕ
Синонимы: модификация А оксидазной реакции (В. Шультце), а-нафто-
ловый метод А (Лёле), миэло-оксидазная реакция или Ж-нади-оксидазная
реакция (Грефф), реакция на стабильные оксидазы (Гирке).
1155. Подготовка материала. Фиксируют в формалине или в жидкости
Орта (по возможности сразу после смерти). Промывают в воде. Нарезают на
замораживающем микротоме срезы толщиной 7—10 р.. Окраску лучше всего
производить сразу после приготовления срезов. Мазки крови перед окраской
фиксируют в течение 2 час. в спирте с формалином (1 часть формалина и
4 части 80—96-градусного спирта).
Штрассман (1909) фиксирует в так называемом растворе Боннера:
карлсбадской. соли 50 г, дестиллированной воды 1 л, 40-процентного
формалина 125 см3. После фиксации промывают в воде. После этой предварительной
обработки возможна и заливка в парафин. Кусочки органов толщиной 0,5—
1 мм следует быстро провести через спирты возрастающей крепости и в
течение 1 часа перенести через бензол в парафин.
Приготовление растворов.
Раствор а. 1 а а-нафтола нагревают со 100 см3 дестиллированной
воды в эрленмейеровской колбе до начала кипения воды и
расплавления'лежащего на дне колбы вещества. Затем, слегка покачивая колбу, прибавляют
1 По Лизону (1936), оксидазы гистологов в действительности являются фенолазами,
которые представляют собой лишь часть оксплаз в широком смысле слова.
18 в. Ромейс

274
Глава XVI
по каплям 25-процентный химически чистый едкий калий до полного
растворения расплавившегося а-нафтола. При охлаждении иногда снова
выпадает небольшое количество вещества в виде кристаллов. Отстоявшаяся
жидкость слегка желтоватой окраски годна к употреблению (сохраняется около
4 недель; держать в темноте).
Раствор б. 0,5 г диметил-я-фенилендиаминового основания (получается
расплавленным в стеклянных трубочках, так как вещество на воздухе быстро
портится) растворяют при комнатной температуре в 50 см3 дестиллированной
воды. Раствор в полной мере приобретает способность к окрашиванию лишь
через 1—2 дня; в коричневых хорошо закрывающихся склянках может
сохраняться 2—3 недели.
Катсунума (1924) и другие авторы предпочитают более слабые
растворы; например, Катсунума растворяет 0,1 г диметил-я-фенилендиами-
нового основания в 50 слР дестиллированной воды, из которой
предварительно кипячением был удален кислород. Раствор годен лишь в
течение 24 час. По Катсунума, при употреблении крепкого раствора легко
появляются диффузная окраска и осадки красителя, не имеющие отноше-
йия к реакции. .
Вместо диметил-л-фенилендиаминового основания можно также взять
хлоралгидрат, который ^более устойчив. Раствор приготовляется, как
указано выше.
Проведение окраски.
а. В чашечке смешивают равные количества растворов а и б, фильтруют
и окрашивают хорошо расправленные (!) замороженные срезы из материала,
фиксированного формалином; при этом чашечку часто покачивают. Синяя
окраска содержащих оксидазу клеток в большинстве случаев появляется
уже через несколько минут (2—5 мин.).
Красящая смесь годна лишь в течение нескольких часов, после чего ее
следует обновить. Окраску можно при желании прервать, в таком случав
препарат споласкивают водой и перекладывают в глицерин.
б. Чтобы сделать краску устойчивой, окрашенные срезы быстро
споласкивают дестиллированной водой и помещают на 2—3 мин. в разбавленный
раствор Люголя (1:2 на части дестиллированной воды). Гранулы
окрашиваются при этом в коричневый цвет.
в. Переносят в дестиллированную воду, на 10 см3 которой прибавляют
1—2 капли 0,5-процентного водного раствора углекислого лития. Держат
от 10 мин. до 24 час, до посинения гранул.
г. Дополнительная окраска квасцовым кармином, ядервоым прочным
красным, гемалаун—эозином и т. п. Споласкивают водой. Помещают в
глицерин или глицерин—желатину (Гирке рекомендует в-качестве среды для
заключения жидкое стекло).
Результат: гранулы оксидазы темносиние. Препараты можно
сохранять в течение нескольких месяцев.
В интенсивный синий цвет окрашиваются, между прочим, гранулы ней-
трофильных, эозинофильных, псевдоэозинофильных и амфооксифильных
лейкоцитов.
Окрашиваются также и базофильные тучные лейкоциты крови и
костного мозга, далее гранулы слюнных и слезных желез и синтициальной
выстилки плаценты.
Лимфоциты и плазматические клетки остаются неокрашенными.
Благодаря этому обстоятельству реакция используется для различения миэлоид-
ных клеток от лимфоидных.
1156. Шморль (1918) для фиксации окраски употребляет вместо раствора
Люголя концентрированный водный раствор молибденовокислого
аммония, так как последний не окращивает срезы.

Исследование клетки и ее составных частей
275
ТКАНЕВАЯ НАДИ^РЕАКЦИЯ ПО ГРЕФФУ
Синонимы: G-нади-реакция, тканевая оксидазная реакция, реакция
на лабильные оксидазы.
1157. Общие замечания. Гирке обнаружил, что в замороженных срезах
пз свежей нефиксированной ткани пр#. действии не содержащего щелочи
раствора а-нафтола и 1-процентного раствора диметил-л-фенилендиамина
появляются синие зернышки; в щелочном растворе красителя и после
формалиновой фиксации они уже не обнаруживаются. Гирке противопоставляет
эти вещества в качестве «лабильных оксидаз» «стабильным» оксидазам,
которые выявляются по 1155 и не затрагиваются формалиновой фиксацией.
Грефф называет эту реакцию, проводимую, на нефиксированных препаратах,
тканевой нади-реакцией. Он показал, что ее исход в большой степени
зависит от концентрации водородных ионов в ткани и реагирующей смеси.
В последней она может быть установлена на любом уровне прибавлением
буферных растворов. В отношений результатов реакции Грефф различает
«Ма»-эффект, проявляющийся в макроскопически видимом посинении среза,
и «Ми»-эффект, который состоит в появлении синих зернышек, видимых
лишь под микроскопом.
1158. При оптимальных условиях проведения G-нади-реакция
позволяет обнаружить тканевые оксидазы и в тех клетках, которые при реакции
с индофеноловым синим остаются неокрашенными. Ввиду этого нади-реак-
ция является, по Греффу, единственной из так называемых оксидазных
реакций, «которая в сущности во всех клетках животных тканей дает
положительный результат, т. е. позволяет выявить в них агент, ускоряющий окисление
(оксидаза, катализатор)». Эта реакция окрашивает гранулы и в лимфоцитах.
По Греффу, нади-реакций дает право говорить о содержании оксидаз в
клетке лишь в том случае, если она совершалась в оптимальных условиях.
Помещение срезов свежей ткани в 0,1—1-процентный раствор цианистого калия
полностью подавляет G-оксидазную реакцию в течение нескольких минут
(оптимальная величина pH для G-оксидазной реакции 8,1). При воздействии
на животное эффект KCN зависит от того способа, каким его вводят. Наиболее
значительное ослабление реакции происходит при внутривенозной или вну-
трисердечной инъекции (Галльгеймер, 1925).
1159. Приготовление растворов, необходимых для G-нади-реакций.
а. Приготовление раствора а-нафтола (1 : 1000). 1,0 г а-нафтола
всыпают в мерную колбу и заливают до 10 см? 90-градусным, спиртом; при этом
z-нафтол легко растворяется. Для употребления такой спиртовый основной
раствор разводят в 100 раз дестиллированной водой; отмеряют, например,
пипеткой 1 см3 основного раствора, каждый раз споласкивая ее спиртом,
z вливают его в коричневую склянку с несколькими кубическими
сантиметрами спирта. Затем дополняют до 100 еле3 дестиллированной водой и
получают совершенно прозрачный готовый к употреблению раствор.
б. Приготовление раствора солянокислого диметил-тг-фенилендйамина
:.2 : ЮОО). 0,6 г вещества растворяют в темной склянке в 500,0 см3 дестил-
гированной воды, избегая взбалтывания. Раствор должен быть бесцветным
или лишь слегка красноватым.
Основной раствор следует хранить в хорошо закрывающейся склянке,
.ттчше всего с парафинированной пробкой. Растворы, окрашенные в
результате самоокисления сильнее, непригодны.
е. Приготовление основных растворов для буферных смесей. 'Для
области pH 3—10 употребляют следующие основные растворы, которые следует
1 Нади—сокращенное обозначение смеси а-нафтола и диметилпарафениленди-
гмина.—Прим. ред.
18«

276
Глава XVI
хранить в хорошо закрытых сосудах; 1) 1 н. едкий натрий (40,01 а чистого
едкого натрия в палочках помещают в мерную колбу и доливают
дестиллированной водой до 1 л); 2) сода кристаллическая невыветренная (14,3 в NajCOa+
-f 6НаО, с молекулярным весом 286, в мерной колбе доливают до 100,0 см3);
3) гликокол (7,5 г на 100,0 см3 воды); 4) вторичный фосфат натрия 1,5 Af
(11.9 г растворяют в теплой дестиллированной воде и в мерной колбе
доливают до 1 л); 5) первичный фосфат натрия 1,5 М (9,1 г на 1 л); 6) ацетат
натрия (13,6 г GH8COONa + 3H20, с молекулярным весом 136, на 100 см3
воды); 7) 1 н. уксусная кислота (60,03 а кристаллической ледяной уксусной
кислоты доливают дестиллированной водой до 1 л).
Для составления буфера все основные растворы, кроме фосфатов, берут
каждый раз в 10-кратном разведении. Перед употреблением отмеряют
пипеткой в эрленмейровскую колбу 10 см3 основного раствора и приливают 90 см3
дестиллированной воды; фосфаты готовы к употреблению в виде основных
растворов.
Приготовление буферной смеси пади: непосредственно перед
употреблением к смеси из разных частей растворов an б прибавляют определенное
количество растворов в. При одинаковой концентрации растворов а и б pH
зависит от вида и количества прибавленных буферных растворов.
Приведенная ниже табл. 5 дает буферные числа при 50 см3 смеси нади и 10 см3
буферного раствора (приблизительно 0,05-процентная смесь нади). Эти числа
дает табл. 6 при -5 еле8 смеси нади и 20 см3 буферного раствора
(приблизительно 0,01-процентной смеси нади). Для отмеривания растворов а ж б лучше
всего взять бюретку объемом 25 см3; буферные растворы отмериваются
пипетками; цифры, приведенные в таблицах, обозначают кубические
сантиметры.
Если желательно работать в оптимальных условиях pH, а не с рН-ряда-
ми, то для физиологических, химических и микроскопических исследований
на животных лучше всего пользоваться буферной емесью нади с pH 8,5
или 7,8 (табл. 5) или pH 8,1 (табл. 6). На растениях pH 3,4—5,9 (табл.5)
или pH 3,6—5,8 (табл. 6).
3 Об установлении значения pH в смесях нади при помощи метода
индикаторов см. Грефф (1924); Михаэлис (1921а, 1921Ь, 1922).
1160. Проведение тканевой нади-реакции.
а. Предварительная обработка препарата. Реакция должна проводиться
на нефиксированной ткани, так как «лабильные» оксидазы очень
чувствительны к химическим, термическим и прочим влияниям. Поэтому исследование
Следует производить, по возможности, сразу же после смерти (в случае
надобности сохранять* материал на льду). Позднее Грефф предложил метод,
допускающий также применение фиксации (см. 1161).
б. Проведение реакции: 1) приготовляют свежие буферные смеси нади;
2) срезы или раздавленные и расщепленные препараты из свежевзятой
нефиксированной ткани помещают в несколько кубических сантиметров смеси,
в которой их ]побалтывают; 3) когда появится посинение, видимое в одних
случаях лишь микроскопически, а в других заметное уже на глаз, препарат
извлекают на предметное стекло, остатки жидкости отсасывают
фильтровальной бумагой и быстро промывают физиологическим раствором
поваренной соли; 4) заключают в уксуснокислом калии. Результат: гранулы
оксидазы темносиние. Цмеющийся иногда жир окрашивается при
положительной реакции в фиолетовый цвет вследствие того, что в нем растворяется
образующийся индофеноловый синий.
1161. Нади-реакция после фиксации в формалине. Для того чтобы можно
было провести реакцию нади и на препаратах, фиксированных
формалином,. Грефф фиксирует раствором формалина с фосфатным буфером.
Забуференность должна противостоять наступающему постмортально

Исследование клетки и ее составных частей
277
Таблица 5
БУФЕРНЫЕ ЧИСЛА ПРИ СМЕШЕНИИ 50 СМ* СМЕСИ НАДИ С 10 СМ9 БУФЕРНОГО РАСТВОРА
Едкий
натр
Сода
Глико-
кол

Вторичный
фосфат

Первичный
фосфат

Ацетат
Уксусная |
кислота
Индикатор
см*
Свыше
12,0
10,0
11,6
6,5
3,5
Ализариновый ]
желтый GG
11,0
8,0
2,0
То же
10,8
5,0
5,0
9,5
2,5
7,5
Фенолфталеин
9,2
5,0
5,0
»
9,0
1,5
8,5
8,5
4,0
6,0
лс-Нитрофенол ]
7,8
3,0
7,0 '
»
7,4
2,0
8,0
»
7,0
10,0
»
6,5
2,0
8,0
л-Нитрофенол
6,5
5,0
5,0
»
5,9
1.0
9,0
»
5,4
10,0
-
f-Динитрофенол
4,5
5,0
5,0
4,0
3,0
7,0
а-Динитрофбнол
3,4
-
1,0
9,0
Ниже
»
3,0
10,0
Смесь нади без буфера
подкислению. Для этого приготовляют при нагревании следующие два
основных раствора: а) первичного фосфата калия 9,1 г, дестиллированной
воды до 1 л; б) вторичного фосфата натрия 11,8 г, дестиллированной
воды до 1 л.
При приготовлении 4—10-процентного раствора формалина разводят
формалин не водой, а 1 частью раствора а и 4 частями раствора б (pH около
7,3). Если ткани оказываются очень кислыми, то для начала лучше взять
1 часть раствора а и 9 частей раствора б (pH около 7,6). Фиксирующую
жидкость следует брать в большом количестве, часто взбалтывать и
возобновлять.
После фиксации промывают в воде и режут на замораживающем
микротоме. Срезы Помещают в свежеприготовленный раствор нади и на 0,5—1 час
в термостат при 37—50°. Затем споласкивают теплой водой, фиксируют
окраску раствором Люголя и углекислым литием (см. 1155,6), заключают
в глицерин и т. п.
Для приготовления смеси ради употребляют растворы а, б и в,
приведенные в 1159, а именно 10 см8 раствора а, 10 см8 раствора б и 4 см8 вторичного
фосфата натрия (pH около 7,0).

278
Глава XVI
Таблица 6
БУФЕРНЫЕ ЧИСЛА ПРИ СМЕЩЕНИИ 5 СМ* СМЕСИ НАДИ С 20 см* БУФЕРНОГО РАСТВОРА
рн
Едкий
натр
Сода
Глико-
кол

Вторичный
фосфат

Первичный
фосфат

Ацетат

Уксусная
кислота
Индикатор
Свыше
12,0
2,0
18,0
—
11,5
1,0
19,0
Ализариновый
желтый GG
10,7
20,0
То же
10,6
10,0
10,0
9,1
4,0
16,0
Фенолфталеин
. 8,1
20,0
л«-Нитрофенол
7,2
16,0
4,0
»
6,8
10,0
10,0
/г-Нитрофенол
6,4
-20,0
»
5,8
10,0
10,0
»
4,6
10,0
10,0
f-Динитрофенол
4,0
4,0
10,0
а-Динитрофенол
3,6
Смесь вади 5,0+20 см* дестиллированной воды без буфера.
ФЕНОЛОВАЯ РЕАКЦИЯ ПО ЛЁЛЕ
Синоним: нафтоловая реакция.
1162. Реакция основана на наблюдении, что определенные клеточные
зернистости при действии щелочного раствора а-нафтола принимают окраску
от фиолетовой до черной, как смола. Кроме того, если одновременно с
реакцией или после нее подействовать основным каменноугольным красителем,
то грануляции, окрашенные а-нафтолом, воспринимают и удерживают
краситель настолько прочно, что препарат можно проводить через спирт и
ксилол и заключать в канадский бальзам. Основанные на этом методы Лёле
называют первичными феноловыми реакциями.
1163. Положительный исход реакции, по Лёле, указывает лишь на то,
«что имеет место ускорение окисления и одновременно происходит
связывание красителя, основанное не на простой оксифилии, а связанное с
процессами химического замещения; таким образом, по одной лишь реакции^дельзя
сказать ничего определенного о самом процессе и о свойствах оксидаз».
ПЕГВДЧНАЯ ФЕНОЛОВАЯЕРЕАКЦИЯ ПО ЛЁЛЕ
1164. Для приготовления раствора красителя в пробирку с небольшим
количеством а-нафтола (на кончике ножа) прибавляют каплями, непрерывно
взбалтывая, 10-процентный раствор едкого калия до растворения красителя;
затем раствор разбавляют 200 см3 дестиллированной воды. Раствор можно
использовать только тогда, когда он начинает становиться слегка
желтоватым; это происходит большей частью через 24 часа после приготовления.
После этого он остается годным около 3 недель.
Для проведения реакции замороженные срезы из материала,
фиксированного формалином, помещают на несколько минут в раствор красителя,

Исследование клетки и ее составных частей
279
затем споласкивают дестиллированной водой; заключают в глицерин
и т. д.
Результат: вещества,, ускоряющие окисление, окрашены от
светлого до темнофиолетового и черного цвета.
ОКРАСКА ФЕНОЛОМ-ГЕНЦИАНОВЫМ ФИОЛЕТОВЫМ ПО ЛЁЛЕ
1165. Метод одновременной окраски для приготовления постоянных
препаратов. Для приготовления раствора красителя к небольшому
количеству а-нафтола (на кончике ножа) прибавляют каплями при побалтывании
10-процентный едкий калий до растворения красителя; затем для
замедления выпадения красителя добавляют в качестве защитного коллоида равное
количество глицерина или гликоля; к этому прибавляют 10-кратное
количество водопроводной воды п несколько капель насыщенного спиртового
или водного раствора генцианового фиолетового, метплового фиолетового
и т. п. Перед употреблением раствор фильтруют.
Для проведения реакции замороженные срезы материала,
фиксированного в формалине, помещают на 6—24 часа в указанный выше раствор
красителя; после этого спирты возрастающей крепости, ксилол, канадский
бальзам. Результат: гранулы миэлоцитов и других клеток, связывающие
фенолы, окрашиваются в сине-фиолетовый цвет. Препараты сохраняются
годами.
Если окраска неудачна, то следует или изменить количественные
соотношения отдельных компонентов раствора, или же испробовать следующую
модификацию.
1166. Метод последовательной окраски: а) замороженные срезы из
материала, фиксированного формалином, помещают в раствор нафтола,
указанный в 1164, до появления окраски гранул; б) споласкивают
дестиллированной водой; в) недолго окрашивают в насыщенном водном растворе
генцианового фиолетового; г) дифференцируют в растворе Люголя; д) спирт,
ксилол; бальзам. Результат: как в 1165.
ВТОРИЧНАЯ ФЕНОЛОВАЯ РЕАКЦИЯ ПО .ЛЁЛЕ (АЛЬДАМПНОВАЯ РЕАКЦИЯ)
1167. Вторичная нафтоловая реакция основана на наблюдении Лёле,
что известные клеточные структуры после предварительной обработки
формалиновым экстрактом из определенных видов улиток приобретают
способность связывать а^рафтол в виде черного красящего вещества. Лёле называет
вещества, связывающие фенол, альдаминами (альдегид-аминооснования),
так как для осуществления реакции особое значение должна иметь его
альдегидная группа. По активности экстрактов можно, согласно Лёле, различать:
а I вторичную феноловую реакцию первой степени, которая придает
способность связывать нафтол лишь отдельным клеточным структурам, особенно .
гранулам, реагирующим отрицательно при проведении первичной
нафтоловой реакции; б) вторичную феноловую реакцию второй степени, которая
zaer. повидимому, положительный результат на всех ядрышках и на
различных ядерных и цитоплазматических структурах. Экстракт, дающий
фенолевую реакцию первой степени, Лёле обозначает как экстракт I, а дающий
ргакппю второй степени—как экстракт II.
1168. Приготовление экстрактов. Несколько экземпляров слизней
(Limas :inereus или Avion ru jus) умерщвляют в 10-процентном растворе
формалина п после наступившей фиксации разрезают на кусочки. Активность
экстракта II появляется через несколько дней и сохраняется лишь в течение
немногих дней. Экстракт I постепенно образуется, по мере разложения
экстракта И, п его активность сохраняется несколько недель.

280
Глава XVI
Для испытания экстракта I пригодны крупные гранулоциты из тела
Limnea stagnalis или какого-нибудь вида Limax. Для испытания экстракта II
можно пользоваться замороженными срезами из человеческого мозга или
почки; ядрышки нервных клеток и почечного эпителия должны
обнаруживать четкую черную окраску.
1169. Для проведения реакции замороженные срезы из свежей или недолго
фиксированной формалином ткани кладут на 24 часа в экстракт I или II,
а затем помещают в раствор нафтола (по 1165), пока не наступит реакция.
Затем споласкивают дестиллированной водой и переносят в глицерин.
1170. Вместо приготовления плохо сохраняющихся формалиновых
вытяжек, по Лёле, можно поступать еще следующим образом: улиток фиксируют
в формалине целиком и хранят в нем ненарезанными. Ытах годны к
употреблению через 2—3 недели, Arion—через 8 недель. Для проведения реакции из
этого запасного материала" приготовляют на замораживающем микротоме
некоторое количество срезов; их собирают в чашечку с небольшим
количеством дестиллированной воды, затем сюда помещают замороженные. срезы
исследуемого органа. Через несколько часов вещества, связывающие
фенол, растворяются и адсорбируются ядрышками и т. п. После этого
срезы переносят в раствор нафтола. Подробности о феноловых реакциях см.
Лёле (1920а, 1920Ь, 1926).
[Пероксидазные реакции
1171. Бензидин—пероксидазная реакция. Предложенная Крейбихом и
Фишелем реакция должна способствовать выявлению внутриклеточных пе-
роксидаэ. Из различных модификаций я привожу пропись Лёле, где
используется водный раствор бензидина; употребляют также спиртовые растворы,
но они менее устойчивы.
Для приготовления реактива 1 г бензидинового основания энергично
взбалтывают в склянке с 200 см3 дестиллированной воды. Перед
употреблением фильтруют и на 50 см3 жидкости прибавляют 1 см3 1-процентного
раствора перекиси водорода. Последний приготовляют путем разведения
1 части пергидроля 29 частями дестиллированной воды..
Для проведения реакции замороженные срезы фиксированного
формалином материала помещают на 3—5 мин. в раствор бензидина. Для
выявления ядер можно еще подкрасить водным раствором метиленового синего;
ряд спиртов, ксилол, бальзам. Результат: отдельные зернистости сразу
же окрашиваются в желтый, до коричневого, цвет. Другие принимают сперва
окраску небесноголубую до зеленой, которая затем переходит в коричневую.
(По Лёле, последнюю с химической точки зрения следует рассматривать как
окраску кислых субстратов, первую же—как окраску основных веществ.)
Ядра, если не было дополнительной окраски, остаются неокрашенными.
Эритроциты должны остаться неокрашенными; если они подкрашиваются,
то следует уменьшить количество прибавляемой перекиси водорода. Если
для реакции требуется более 5 мин. или зернистость окрашивается нерезко,
то к реактиву прибавляют 1—2 капли 20-процентного едкого калия.
1172. Нафтол—пероксидазная реакция по Лёле. Для приготовления
реактива полную чайную-ложку а-нафтола взбалтывают в течение некоторого
времени с 1 л раствора поваренной соли (0,85-процентного). Перед
употреблением фильтруют и к 50 см3' прибавляют 1 см3 1-процентного раствора
перекиси водорода. Для проведения реакции замороженные срезы
фиксированного формалинового материала помещают на короткое время в раствор, затем
споласкивают водой и заключают в глицерин. Результат: такой же, как
при оксидазной реакции. Однако, по Лёле, бывают случаи, когда оксидазная
реакция осуществляется быстрее и интенсивнее, чем пероксидазная, или

Исследование клетки и ее составных частей
когда пероксидазная реакция дает положительный результат, в то время как
оксидазная реакция отрицательна. Вещества, выявляемые этой реакцией,
Лёле называет нафтолпероксидазами.
1173. Для выявления по методу Лёле нафтолпероксидаз на постоянном
препарате окрашивают раствором, приведенным в 1172, до появления
фиолетовой окраски окисляющих веществ; затем споласкивают дестиллированной
водой и каплями наносят на препарат раствор нафтола—генцианового
фиолетового (см. 1174). Через несколько минут дифференцируют 50-градусным
спиртом до тех пор, пока останутся окрашенными только нафтолположительные
вещества. Заключение в глицерин.
1174. Для приготовления раствора нафтола с генциановым фиолетовым
полную чайную ложку а-нафтола взбалтывают в течение некоторого времени
в 1 л 0,85-процентного раствора поваренной соли, и потом фильтруют. После
этого каплями прибавляют насыщенный спиртовый раствор генцианового
фиолетового в таком количестве, чтобы смесь начала мутнеть. Затем раствор
разбавляют 70-градусным спиртом до тех пор, пока он снова не станет
прозрачным. Правильно приготовленный раствор очень долго остается годным
к употреблению. . х
- 1175. Для окраски препаратов крови, по Лёле, фиксируют высушенные
на воздухе мазки в 80-градусном спирте, а затем окрашивают их раствором
нафтола с генциановым фиолетовым (см. 1174) до появления синей окраски
всего мазка. После ополаскивания водой прибавляют каплями раствор
нафтола с Н202 (см. 1172), и дают ему действовать в течение нескольких минут.
После ополаскивания спиртом должны быть окрашены в синий цвет лишь
гранулы миэлоидной системы. Если взято слишком много Н202, то в синий
цвет окрашиваются эритроциты, тогда как гранулы белых кровяных клеток
большей частью уже не обнаруживают пероксидазной реакции.
1176. Пероксидазная реакция по Лизону (1936). Для нее употребляется
стабильный лейко-кислотный фуксин, восстановленный цинковой пылью
с уксусной кислотой, который дает очень ясные, стойкие препараты.
Для приготовления раствора смешивают 1,5 г кислотного фуксина или
кислотного фиолетового, 10 з цинковой пыли, 2 см* ледяной уксусной кислоты
и 100 см3 дестиллированной воды и подогревают смесь до перехода окраски
в желто-коричневую. После охлаждения прибавляют еще 2 см* ледяной
уксусной кислоты. Такой «цинк-лейко»' годен в течение нескольких дней;
если он становится окрашенным, то его снова кипятят.
Перед употреблением отфильтровывают 10 см* раствора и прибавляют
1 см* обычной перекиси водорода (с 12 об.%). Срезы окрашивают под
контролем, 5—10 мин. Затем промывают, окрашивают каким-либо гистологическим
методом и, как обычно, заключают в бальзам. Для гематологических
препаратов реактив разбавляют в 5—10 раз.
1177. Фотре приготовляет раствор с патентованным голубым.
Зеленовато-серый раствор, который сохраняется до года, окрашивает пёроксидазы
очень резко в зеленовато-синий цвет. Применяется как в 1176.
Другие ферментные реакции
1178. Допа-реакция. По Блоху (1917), обработка кусочков ткани или
срезов 3,4-диоКсифенилаланином (сокращенно «допа») должна обнаруживать
специфический внутриклеточный окислительный фермент, благодаря которому
дпоксифенилаланин превращается в окрашенное в черный цвет вещество—
допамеланин. Положительный результат допа-реакции указывает, по Блоху,
на способность " клетки образовывать из нормально циркулирующего
в крови дпоксЪфенилаланиноподобного вещества пигменты кожи и волос.
Блох рассматривает «допа-фермент» как шигментообраз^тющий фермент».

282
Глава XVI
Техника: свежеизолированные кусочКи кожи кладут в тепловатый
раствор агара, остужают его до консистенции твердого студня и нарезают
на замораживающем микротоме. Срезы, по возможности более тонкие,
помещают при комнатной температуре на 24 часа в 1—2-процентный раствор
диоксифенилаланина, предохранив его от испарения. Если реакция
получается слишком слабой, то окрашивают в термостате при 37°. Затем тщательно
промывают в дестиллированной воде и заключают в глицерин или же
обезвоживают спиртами возрастающей крепости и через ксилол заключают в
бальзам. Возможна дополнительная окраска, например метиловым зеленым—
пиронином. Результат: окраска протоплазмы клеток эпидермиса
диффузная или гранулярная от желто-коричневой до черной. В собственно коже
окрашиваются благодаря фенолазе полинуклеарные лейкоциты.
1179. Чтобы сделать допа-реакцию независимой от случайностей, Лейдлоу
(1932) выработал следующий способ.
а. Приготовление основного раствора: растворяют 0,3 г порошка допа
(для «реакции Блоха», Гоффман ла Рош) в 300 см3 дестиллированной воды.
Раствор, хорошо закрытый корковой пробкой, может сохраняться в
холодильнике в течение нескольких недель; годен для употребления до тех
пор, пока остается бесцветным или лишь слабо окрашенным.
б. Буферные растворы: 1) Иг Na2HP04+2H20 в 1 л воды; 2) 9 г
К2НР04 в 1 л воды.
в. Раствор краски. Непосредственно перед окраской к 25 см3 основного
раствора прибавляют 2 см3 раствора б и 6 см3 раствора а (pH 7,4).
Фильтруют через мелкопористый фильтр. Основной раствор сразу же снова ставят
в холодильник. Следы кислоты подавляют реакцию, следы щелочи
ускоряют ее. Поэтому все стеклянные сосуды должны быть тщательно вымыты.
г. Проведение реакции. Ткань, взятую по возможности сразу после
смерти животного, помещают на 2—3 часа в формалин 1: 8. При такой
концентрации и при данном сроке воздействия повреждения тканей не наступает.
Приготовленные на замораживающем микротоме срезы споласкивают в
течение 5 сек. (не дольше!) дестиллированной водой и сразу же после этого
помещают в забуференный реактив; обычно при 30—37°. Через полчаса реактив
обновляют. Ход реакции контролируют под микроскопом. При правильном
течении реакции, жидкость через 2 часа становится красноватой, через 3—
4 часа коричневой, цвета сепии. Меланобласты и лейкоциты должны
выделяться на препарате серым или черным цветом. Меланин сохраняет свой
естественный цвет, все остальное не окрашено.
д. После окончания реакции промывка; возможны докраска крезило-
вым фиолетовым и дифференцировка спиртом; затем, как обычно, в
бальзам.
1180. Правильность выводов Блоха оспаривалась другими авторами.
Крейбих (1918) получил сходные результаты при помощи окраски диметил-
фенилендиамина. По Геудорферу (1921), при допа-реакции мы не имеем
дела ни со специфическим ферментативным, ни вообще с каким-либо
ферментативным процессом. Положительная допа-реакция основана на окислении
диоксифенилаланина благодаря первичным редуцирующим способностям
пигмента и его пропигментных стадий. То же предполагает Леммель (1921).
Против этого мнения выступает Блох (1921). Однако и Катсунума (1924)
приходит к выводу, что допа-реакция Блоха не имеет никакого отношения
к ферментативным и другим биологическим процессам. Напротив, по мнению
Лизона (1936), реакция выявляет внутриклеточный фермент, но он допускает,
что этот фермбнт скорее соответствует тирозиназе, чем допа-оксидазе.
1181. Тирозиназная реакция. Для выявления тирозиназы, цодлежащую
исследованию ткань помещают в свежем, нефиксированном Состоянии в
насыщенный на холоду водный раствор тирозина. На соответствующих местах

Исследование клетки и ее составных частей
283
тканп в течение 1—24 час. появляется осадок (от фиолетового до черного).
Подробности см. у Газеброкка (1921).
Подробности о выявлении ферментов см. у Лёле (1920, 1926), Пренана
(1924), Риса (1937, 1938).
ВЫЯВЛЕНИЕ ВИТАМИНОВ
1182. Выявление витамина А~. Жуайе-Лавернь (1937) для выявления
витамина А употребляет насыщенный раствор треххлористой сурьмы в
хлороформе. Ткань фиксируют в формалине с раствором Рингера (15 :85) и
через спирт заливают в парафин. Срезы помещают в указанный выше раствор
на срок от нескольких минут до 3 час. В других случаях раствором действуют
на сухие препараты. Витамин А должен находиться в виде составной части
ядрышек и митохондриев. Этот метод не может еще считаться надежным.
1183. Выявление витамина С. Выявление витамина С гистологическими
методами основано на открытом Сент-Джпордьп факте,, что находящийся
в ткани витамин С сильно восстанавливает азотнокислое серебро даже в том
случае, если реакция протекает в темноте. Для отличия от других
восстанавливающих веществ клетки, реагирующих с азотнокислым серебром, имеет
значение подкисление уксусной кислотой, а таю^е проведение реакции в
темноте. Для методики существенна очень легкая растворимость витамина С
как в воде, так и в спирте, а также его способность очень быстро разрушаться
в окисляющих фиксаторах. Кроме того, нужно учитывать, что витамин С
присутствует в ткани и в восстановленной и в обратимо окисленной форме
и лишь первая из них реагирует с азотнокислым серебром.
Этот метод в значительной мере, но отнюдь не абсолютно, специфичен
для выявления восстановленной /-аскорбиновой кислоты. Соединения о-
диоксибензола, присутствующие, например, в меланинах и в специфических
гранулах клеток с базальной зернистостью, в определенных условиях тоже
могут давать положительную реакцию. С другой стороны, по крайней мере
часть связанной с белками редуцированной аскорбиновой кислоты,
повидимому, не затрагивается реакцией с азотнокислым серебром (Клара, 1943).
Зачерненные гранулы состоят не из витамина С, а из восстановленного
серебра; они указывают лишь на то, что в этих участках клетки азотнокислое
серебро было восстановлено витамином С (Пфуль, 1942).
1184. По оригинальному методу Жиру и Леблона (1934) для удаления
из кровяного русла находящегося там хлористого натрия исследуемые органы
сразу же после смерти быстро промывают изотоническим раствором левулозы.
Непосредственно за этим сосуды наполняют 10-процентным раствором
азотнокислого серебра, на 100 см3 которого прибавляют 1 см3 ледяной уксусной
кислоты. Через 15 мин. промывают дестиллированной водой. Чтобы избыток
азотнокислого серебра не вызвал дополнительного потемнения ткани, можно
еще произвести добавочную промывку 3-процентным раствором гипосульфита.
Через 15 мин. промывают в дестиллированной воде и обычным образом
заливают в парафин.
1185. В большинстве случаев вместо этого довольно сложного
инъекционного метода, который, однако, необходим в сомнительных случаях, лучше *
применять метод пропитывания маленьких кусочков: а) кусочки органов
величиной 2—3 мм помещают на 10 мин. в 10-процентный раствор азотнокислого
серебра, на 100 см3 которого прибавляют 1 см3 ледяной уксусной кислоты
(pH 3—4); б) промывают 15—20 мин. в дестиллированной воде, которую
3—4 раза сменяют; в) 5-процентный раствор гипосульфита, 10 мин.; г)
промывают в сменяемой несколько раз дестиллированной воде, 15—20 мин.;
д) 96-градусный спирт и заливка в парафин, как обычно (сроки даны по
Ромейсу, 1940).

284
Глава XVI
Всю реакцию от а до д необходимо проводить в темноте. Препарирование
ведут в темной камере при красном свете.
Парафиновые срезы после удаления парафина помещают еще раз на
несколько минут в гипосульфит, промывают и подкрашивают метиленовым
синим, гемалауном или ядерным прочным красным. Витамин С, Поскольку
он имеется в редуцированной форме, выступает в виде черного осадка.
1186. Второй раствор, предложенный Жиру и Леблоном (1934),
представляет собой 1-процентный раствор азотнокислого серебра, на 100 см3 которого,
прибавлено 0,5 см3 ледяной уксусной кислоты. Бурн (1936) предпочитает
5-процентный раствор азотнокислого серебра, содержащий 5% ледяной
уксусной кислоты. Бурн дает также метод для обнаружения обратимо
окисленного витамина С, но, как он сам указывает, на приготовленных этим способом
препаратах вряд ли можно увидеть больше, чем на полученных обычнык
методом.
1187. Тонутти и Е. Плате (1938) употребляют для плаценты и костной.
ткани вместо азотнокислого серебра также l-'процентный раствор хлорного
золота, прибавляя на 1 см3 раствора 2 капли ледяной уксусной кислоты.
Кусочки ткани извлекают при искусственном свете и помещают на 0,5 часа
в раствор в темноте. Затем 15-минутная промывка в дестиллированной воде
и заливка в парафин (все, вплоть до заливки в парафин, в темноте); следует
всегда употреблять свежие растворы; парафин должен быть также свежий.
1188. При оценке результатов, помимо сказанного в 1183, нужно еще
учитывать, что все эти методы дают положительный результат лишь при
значительном количестве витамина и, несмотря на наличие витамина С, исход
реакции может быть отрицательным, если его восстановительная способность
будет маскироваться подавляющим действием других веществ,
присутствующих в ткани, например действием глютатиона.
О морфологическом выявлении различных витаминов (А, Вх, В2, С) в
живых органах или на замороженных срезах органов, фиксированных
формалином (фиксируют не дольше 24 час.) при помощи флуоресцентного
микроскопа, см. Гирт (1938) и .Виммер (1939).
Обзорные работы: по витамину А см. Жуайе-Лавернь (1938), по витамину
С см. Бурн (1936), Жиру (1938), Тонутти (1938, 1940).
ГИСТОХИМИЧЕСКИЕ МЕТОДЫ ВЫЯВЛЕНИЯ НЕОРГАНИЧЕСКИХ ВЕЩЕСТВ
1189. При выявлении неорганических веществ следует с особой
тщательностью следить за тем, чтобы подготовительные воздействия как можно меньше
влияли бы на выявляемые вещества. Поэтому нужно стремиться проводить
реакции на срезах из свежих нефиксированных объектов—требование,
которое значительно облегчается разработанной Шультц-Браунсом методикой
приготовления замороженных срезов ножом глубокого охлаждения. Если
соответствующие вещества нерастворимы в абсолютном спирте и бензоле, то можно
применить и фиксацию в абсолютном спирте с заливкой в парафин. Однако
при этом нужно иметь в виду, что присутствие липоидов может влиять в
трудно учитываемой степени и на растворимость неорганических веществ.
При микрохимических реакциях различают границу выявления и
границу чувствительности. Первая показывает наименьшее общее количество
выявляемого вещества; последняя указывает, в скольких частях
растворителя можно еще обнаружить одну часть вещества. Как показал Тимм (1932),
опыт микрохимии не может быть непосредственно перенесен в область
гистохимических исследований. По Тимму, единицы гистохимии в миллионы раз
меньше микрохимических единиц (т и мм3). Он предлагает, в соответствии
с гистологической единицей длины 1 ja, пользоваться в гистохимии единицей
веса 1 дигаммой, равной 10~ebf=10~128 (в гранулах диаметром 1[х, например,

Исследование клетки и её составных частей
285
мы имеем дело с тельцами приблизительно такого порядка величин). По Рису,:
гистохимические методы обнаружения веществ в 50 ООО раз превосходят по
точности метод спектрального анализа, граница действия которого лежит
между 0,1 и 0,01 т. Подробности см. Рис (1938).
Методы озоления
1190. Общее количество неорганических веществ в ткани можно лучше
всего определить путем озоления среза на предметном стекле (впервые этот
метод разработал Распайль, 1833; затем Лизеганг, 1910; особенно разработан
Поликаром, 1923). Методом озоления срезов стремятся разрушить без остатка
находящиеся в ткани органические вещества, при одновременном сохранении
расположения и количества всех неорганических составных частей. Кроме
того, в такой сподогралше создаются более простые, легче учитываемые
условия для анализа минеральных компонентов. Так, например, разрушается
ряд веществ, которые, взаимодействуя с реактивами, могут дать повод к
ложным выводам. Кроме того, исключаются возможные ошибки, которые
на свежих препаратах могут быть связаны с влиянием коллоидов на
течение реакций.
Коллоиды свежего препарата могут привести к ложному представлению
об уменьшении или увеличении количества выявляемого вещества; в первом
случае благодаря тому, что химические превращения более или менее
подавляются защитным действием коллоидов, в последнем случае вследствие
того, что адсорбция симулирует химический процесс. Нужно еще отметить
ненадежность реакций на комплексные «маскированные» соединения.
Недостатком является то, что «при разрушении всех органических
соединений и при переводе всех элементов в их окиси или в устойчивые к
высоким температурам нейтральные соли, становится невозможным какое-либо
суждение о том, как эти элементы были связаны между собой в теле. При этом
теряется всякая возможность отличать структурные вещества от продуктов
обмена» (Шультц-Браунс, 1929).
1191. Озоление производят как на свежих, так и на фиксированных
препаратах. В первом случае («нативный препарат») лучше всего использовать
замороженные срезы, приготовленные ножом глубокого охлаждения из све-
жевзятых нефиксированных органов (см. 520). Толщина срезов 10 р, и не
более 15 |х, так как толстые срезы труднее озоляются и их зола легко
смещается. Для суждения о количественных отношениях необходимо
получать срезы одинаковой толщины. Далее важно, чтобы срезы ложились на
предметное стекло без складок и пузырей. Особых средств для
приклеивания нативных препаратов не нуяшо. Кроме того, зола пристает к предмет1
ному стеклу настолько прочно, что при сколько-нибудь осторожной обработке
она не только не отпадает, но даже не смываются при погружении в воду ее
нерастворимые, части (Шультц-Браунс).
1192. При соблюдении указанных ниже условий можно производить
озоление срезов и фиксированного и залитого в парафин материала.
Использование парафиновых срезов, особенно при цитохимических исследованиях,
может стать даже необходимостью, так как замороженные срезы для этого
часто оказываются слишком толстыми.
1193. В качестве фиксаторов.употребляют абсолютный спирт, формалин
с абсолютным спиртом (1 : 9) и формалин (1:4). Опасения большой потери
вещества при формалиновой фиксации представляются неосновательными
(Поликар и Оккельс, 1932; Уотила и Иеескелайнен, 1937). Заливают через
абсолютный спирт и бензол в парафин. Толщина срезов 3—5 р,. При
наклеивании парафиновых срезов следует избегать белка с глицерином, так как он
дает золу; не нужно также пользоваться водой и т. п., ибо при этом могут

286
Глава XVI
происходить потери неорганического вещества. Ввиду этого Оккельс
употребляет для расправления срезов слегка подогретое парафиновое масло,
избыток которого отсасывается с предметного стекда, после того как срезы
расправились. Парафин со срезов перед озолением не удаляют.
1194. Замороженные срезы фиксированного материала собирают в
керосин и из него извлекают на предметное стекло (Гакман, 1933).
1195. Срезы, особенно если это нативные препараты органов, богатых
липоидами (мозг, надпочечник), следует перед озолением экстрагировать
3—5 час. в безводном эфире (Шейд, 1930); однако при этом легко происходит
потеря вещества. При точном соблюдении надлежащей температуры и
продолжительности озоления Алляра (1937) считает экстракцию излишней.
1196. Озоление производят в печи с кварцевой трубкой и
электрическим нагреванием. Температура в печи регистрируется гальванометром, свя->
занным с термоэлементом, и регулируется реостатом. Обугливание ведут в
токе азота, в котором золы остается больше, чем в рекомендуемом Чоппом
(1929) токе кислорода. Повышать температуру нужно медленно, так как при
быстром нагревании происходит образование большего количества
смолоподобных капель, которые выступают из ткани и могут привести к смещению
неорганических веществ. При достижении температуры озоления в 500—
530° подачу азота прекращают и печь немного приоткрывают; кислород
поступающего воздуха окисляет уголь в течение нескольких минут. Обычно
стараются не превышать указанных температур, так как иначе, вследствие
испарения, может произойти значительное уменьшение количества золы.
Правильно озоленные препараты не должны содержать частиц угля.
1197. Рассматривать и использовать картину озоления следует сразу же
после приготовления препарата, так как из-за большой гигроскопичности
некоторых компонентов золы она быстро теряет свою четкость и ясность.
«Сохранение препарата возможно лишь в эксикаторе или, еще лучше, в
сушильном шкафу при 60—80°» (Щультц-Браунс).
Для дальнейшего исследования препарат накрывают только покровным
стеклом и окантовывают парафином. При этом тонким слоем парафина между
покровным и предметным стеклами предохраняют золу от давления со
стороны покровного стекла. Заключение в какие-либо среды оказалось
нецелесообразным.
1198. Озоленные препараты исследуются преимущественно в темном поле
или в падающем свете (ультропак и т. п.) на черном фоне. Для точных
количественных исследований Шультц-Браунс сконструировал особый
осветительный прибор, который позволяет также получать количественную картину
озоления при помощи фотографирования. В настоящее время для
количественного изучения используют и фотоэлектрические измерительные приборы,,
например прибор Скотта (1933).
1199. Из солей, присутствующих в ткани после озоления, остаются как
таковые: NaCl, KCl, Ca3(P04)2, Mg3 (Р04)2 и Fe2Os. Кислые карбонаты натрия
и кальция переводятся в нейтральные, из которых при высокой температуре
отщепляется С02; в результате из образовавшихся в препарате, а также из
ранее имевшихся нейтральных карбонатов остаются только Na20, СаО и MgO.
В то время как нейтральные фосфаты кальция и магния [Са3(Р04)2г
Mg3 (Р04)2] весьма устойчивы по отношению к нагреванию, из вторичного и:
фосфата калия (К2НР04) образуется пирофосфат калия К4Р207. Наконец, при
сжигании органических веществ могут еще возникать S02 и пирофосфаты^
а из гемоглобина—окись железа (Fe203) (Генкель).
Подробные сведения о приготовлении и исследовании зольных
препаратов из срезов тканей см. у Поликара (1929), Чоппа (1929), Шультц-
Браунса (1931), Поликара и Оккельса (1932), Скотта (1934) и, особенно,
у Гинтцше (1938).

Исследование клетки и ее составных частей
287
Выявление железа
1200. Обычные методы, приведенные в 1204—1207, обнаруживают лишь
ионизированное или легко ионизируемое железо, оставляя неокрашенным
связанное железо, которое часто присутствует в еще больших количествах.
Попытки сделать доступным для выявления также и это «маскированное»
плп «скрытое» железо путем демаскировки (см. 1208—1212) до
настоящего времени имели лишь частичный успех. Единственным методом, надежно
выявляющим все железо среза, является, по Лизону (1936), озоление, при
котором части золы, содержащие железо, определяют по их красноватой или
желтоватой окраске. Метод строго специфичен, так как среди различного
пепла ткани окись железа является единственным окрашенным веществом.
Граница выявления по Поликару 3,75 Х10~7 f.
1201. При проведении реакций.нужно обращать внимание на то, чтобы
все жидкости, прпходяпше в соприкосновение с препаратами, были лишены
железа. Это условие особенно важно соблюдать в отношении используемой
для промывки дестиллированной воды. Стеклянная посуда должна быть
тщательно отмыта от следов железа теплой соляной кислотой, водой и спиртом.
Металлические шпатели, железные иглы и т. п. нужно заменить стеклянными.
Следует иметь в виду тот существенный факт, что тканевые структуры
обладают способностью захватывать и концентрировать малейшие следы
железа, находящиеся в действующих растворах (О. Рихтер, 1922). В спорных,
случаях может даже возникнуть предположение, не проникают ли в ткань
также следы железа от микротомного ножа или бритвы (особенно после
свежей правки).
1202. Препараты должны фиксироваться, по возможности, в живом или
свежем состоянии, так как при автолизе соединения, содержащие железо,
переходят в раствор и могут пропитать другие части. Для фиксации большей
частью рекомендуется абсолютный спирт, но, как установили Нишимура
(1910), Гюкк (1912) и другие, можно пользоваться и нейтральным
формалином; однако учитывая наблюдения Шпатца (1923), воздействие формалином
нужно ограничить 1—2 днями и затем, быстро обработать материал. Лизон
(1936) пришел к определенному выводу, что железо как для гистологического,
так и для гистохимического исследования лучше всего фиксировать
жидкостями Буэна или Буэн—Голланда (см. 309). По Гринфеллту и Кристолу
(1923) можно пользоваться, вопреки старым данным, даже жидкостями
Рего и Гелли, если только обработать срезы раствором азотнокислого
свинца.
1203. Препараты можно нарезать на замораживающем микротоме
(нефиксированные по 520—525) или же заливать в парафин или целлоидин. В
последнем случае следует учитывать, что эфир растворяет некоторые
содержащие железо соединения и может занести их в ткань.
1204. Наиболее употребительной микрохимической реакцией на железо
является образование турнбуллевой сини по Тирману (1898) и, Шмельцеру
(1896). С помощью этого метода выявляется все ионизированное железо.
Метод весьма чувствителен, очень надежен, вполне специфичен ц дает
стойкие препараты.
Методика; Срезы из дестиллированной воды переносят на 1—24 часа
в 10-процентный раствор сернистого аммония. Затем срезы тщательно
споласкивают дестиллированной водой и* переносят на 10—20 мин. в
свежеприготовленную смесь из равных частей 20-процентного раствора железосинеро-
дистого калия и 1-процентного раствора соляной кислоты. После этого
тщательно споласкивают дестиллированной водой; ядра окрашивают пара-^
кармином (см. 643) или ядерным прочным красным (см. 743). Результат:
железо яркосинее, *ядра красные.

288
Г л а в а XVI
Раствор сернистого аммония должен быть окрашен в чистый желтый
цвет. Давность его не долясна превышать трех недель. Раствор нельзя
оставлять на воздухе открытым, так как при этом он становится коричневато-
желтым и неактивным.
Сернистый аммоний переводит соединения трехвалентного железа, не
реагирующего с железосинеродистым калием, в сернистое железо, которое
переходит затем в турнбуллевую синь. Без этой предварительной обработки
реагировали бы лишь имеющиеся в незначительном количестве соединения
двухвалентного железа.
1205., Реакцию с берлинской лазурью лучше всего проводить по
указаниям Виклейн (1891) и Фалькенберга (1904). Срезы из дестиллированной
воды переносят на 30—60 мин. в свежеприготовленную смесь из 25 смв
1-процентной соляной кислоты и 8—10 капель свежерастворенного
2-процентного железистосинеродистого калия. После этого очень тщательно
промывают в дестиллированной воде и окрашивают ядра ядерным прочным
красным или паракармином (но не литиевым кармином) и т. д.
Этот метод менее надежен, чем приведенный в 1204, так как* при
слишком концентрированной соляной кислоте или при слишком длительном ее
действии из самой желтой кровяной соли может образоваться так называемая
железистосинеродистоводородная кислота, а из нее под влиянием кислорода
воздуха—берлинская лазурь. Последняя может в таком случае осадиться
на препарате в виде хлопьев и дать повод к ошибочным выводам.
1206. Так как добывать соляную кислоту, лишенную железа, трудно,
а тканевое железо при действии кислого раствора может перейти в
растворимую форму, диффундирующую в окружающие ткани, то Лизеганг (1923)
советует действовать кислотой лишь в форме паров. Срез помещают сперва
на 20—30 мин. в свежеприготовленный 2-процентный раствор
железистосинеродистого калия, затем кладут его над стеклянным бокалом, дно которого
покрыто соляной кислотой, содержание в которой железа при этом методе
не имеет значения. Бокал с препаратом покрывают стеклянным колоколом.
В течение нескольких часов железо окрашивается в синий цвет; если имеется
медь, то она становится коричневой. ,
1207. Выявление железа в кусочках по Тартаковскому (1903). Маленькие
кусочки ткани в течение 24 час. фиксируют в смеси из 95 частей 70-градусцого
спирта и 5 частей сернистого аммония. Затем на такой же срок переносят
в абсолютный опирт, к которому прибавлено несколько капель сернистого
аммония. После поверхностного ополаскивания дестиллированной водой
кусочки помещают на 30 мин. в 1,5-процентный раствор
железистосинеродистого калия и затем на 10 мин. в'0,45-процентный раствор соляной кислоты.
Наконец, основательно промывают в дестиллированной воде и заливают в
парафин. Этот метод весьма рекомендуют Гирш и Бретштнейдер (1938).
1208. Выявление скрытого железа. Методы демаскирования связанного
железа были предложены главным . образом Макаллумом (1912) и Кокке-
лем (1930); они имеют целью перевести его более или менее полно в
ионизированную форму и тем самым сделать доступным для выявления. Ценность
этих методов сильно оспаривалась (Захариас, 1909; Гюкк, 1912; Винер,
1916, но см, также и Лизон, 1936).
1209. Демаскирование по Макаллуму (1912): а) срезы или расщепленные
препараты кладут на 2—14 дней при 50—60° в кислый сернистый аммоний
с глицерином; б) препараты помещают на срок от 30 мин. до нескольких
часов в смесь из 96 частей ЭО^градусного спирта и 4 частей
концентрированной серной кислоты. После споласкивания применяют один из
вышеизложенных методов обнаружения железа.
Для приготовления кислого сернистого аммония в раствор аммиака
(уд. вес 0;96) пропускают сероводород до исчезновения запаха аммиака и

Исследование клетки и ее составных частей
289
появления запаха сероводорода (всегда готовят свежим). Одну каплю
сернистого аммония прибавляют к одной капле смеси глицерина с
дестиллированной водой (1:1).
По Лизону (1936), методы Макаллума способны демаскировать скрытое
железо в некоторых соединениях, например в содержащих железо пигментах
кроветворных органов; в большинстве же случаев, например с гемоглобином,
они никакого результата не дают. Так как положительный исход реакции
часто связан с тем, что реактивы загрязнены следами железа, то к
получаемым данным нужно относиться очень критически.
1210. Демаскирование и выявление железа по Коккелю (1930). Фиксация
спиртом или формалином. Замороженные или парафиновые срезы сперва
поступают в абсолютный спирт', а затем для демаскирования на 20 мин.
в четыреххлористый углерод, насыщенный газообразным хлором. После
этого срезы вылавливают стеклянной палочкой и предметным стеклом и
оставляют до полного испарения четыреххлорпстого углерода и хлора.
И этот метод демаскирует связанное железо только частично; он не дает,
например, результатов на эритроцитах (Лизон).
Для выявления железа сразу после этого покровное и предметное стекло,
несущее срез, помещают срезом вниз над чашечкой, на дне которой
находится около 0,5 а роданистого калия. После этого осторожно прибавляют
пипеткой 0,5 см3 соляной кислоты и прикрывают стеклянным колоколом.
Уже через короткий срок действием быстро развивающегося роданистого
водорода места, содержащие железо, приобретают благодаря образующемуся
роданистому железу интенсивный красный цвет. Быстро заключают в
глицерин и сразу же исследуют, так как окраска уже через несколько минут
начинает бледнеть.
Газообразный роданистый водород очень ядовит, поэтому реакцию
нужно вести или под хорошей тягой, или на открытом воздухе.
Преимущество родановой пробы состоит в значительной
чувствительности реакции. Если в целях получения постоянного препарата
отказываются от этого преимущества, то после демаскирования срезы можно
обработать также по 1204 или 1205.
1211. Родановая проба по Шмельцеру. Исследуемый целлоидиновый срез
через абсолютный спирт и ксилол помещают в парафиновое масло, затем
извлекают на маленькую полоску слюды и прижимают фильтровальной
бумагой. Реакцию ведут в хорошо закрывающейся корковой пробкой
толстостенной пробирке длиной 7 см и шириной 1,5 см. Слюдяную пластинку
крепко зажимают в разрезе на пробке. На дно пробирки помещают 0,5 г
роданистого калия (в тонком порошке) и пипеткой прибавляют 0,5 см3
серной кислоты. Сразу после этого, не наклоняя пробирки, закрывают ее
пробкой и ставят в жестянку, обложенную влажной ватой. Через 20 мин.
слюдяную полоску осторожно извлекают из пробирки, помещают срезом вверх
в стеклянную чашечку и сразу покрывают несколькими каплями парафинового
масла, после чего чашечку закрывают. Через несколько минут отрезают ко-*
нец слюдяной пластинки, на котором находится объект, и заключают его
в парафиновое масло.
Преимущество метода Шмельцер усматривает в строгой локализации
реакции и в устойчивости препарата на протяжении многих недель.
1212. Окамото (1937) демаскирует железо в смеси кислорода и хлора
in statu naszendi. Фиксация в абсолютном спирте. Парафиновые срезы после
ксилола и абсолютного спирта высушивают на воздухе. Для получения газа
растворяют 30—40 а персульфата аммония в 100 см3 5-процентного раствора
поваренной соли и прибавляют небольшое количество серной кислоты.
Каждый раз приготовляют свежий раствор и держат его в термостате при 30°.
Для демаскирования 60—70 см3 этого раствора наливают в чашку для
19 Б. Ромейс

290
Глава XVI
окраски, а предметное стекло помещают горизонтально срезом вниз,
непосредственно над поверхностью жидкости; затем чашку закрывают стеклянной
пластинкой и оставляют на 12—24 часа в термостате до покраснения или
обесцвечивания лежащей на предметном стекле синей лакмусовой бумажки. Сразу
после этого производят реакцию на железо по 1204 или 1205\ можно еще.
подкрасить эозином.
По Окамото, этим способом удается отчетливо выявить и железо,
содержащееся в ядре. Положительный результат дают, между прочим, ядра
клеток крови, селезенки, печени, костного мозга, сердечной мышцы, легких,
надпочечника. На ядрах других тканей (гладкие мышечные клетки, зрелые
спермин, яйцевые клетки, многослойный плоский эпителий, нервные клетки)
получалась, однако, отрицательная реакция.
1213. Выявление железа на сподограмме производят по 1204. Для этого
накладывают на сподограмму покровное стекло, а реактивы подпускают с
края. Максимальное посинение наступает лишь через 12—15 час. "пос^ге
прибавления соляной кислоты (Мельтцер, 1936).
Выявление калия
: 1214. Для выявления калия Макаллум (1912) использовал способность
нитрита кобальта давать с калием оранжево-желтый осадок. Приготов-
л е н и е: 20 а нитрита кобальта и 35 г' химически чистого нитрита натрия
растворяют в 75* см3 разбавленной уксусной кислоты (10 см* ледяной
уксусной кислоты на 65 см3 дестиллированной воды). Через несколько часов
фильтруют й дополняют до 100 см3. Сохраняют в холодильнике.
Методика: срезы, полученные из свежих органов ножом глубокого
охлаждения по 521, помещают в реактив в'замороженном состояйии (для того
чтобы воспрепятствовать перемещению-калия путем диффузии). Через срок
от 30 мин. до нескольких часов реактив отсасывают и замещают
охлажденной льдом водой, которую минуты через 3 сменяют. В течение 20 мин. это
повторяют 5—6 раз. Затем срез расправляют на предметном стекле; Так как
оранжево-красная окраска в небольших количествах плохо заметна, то ее
переводят в черную. Для этого срезпокрывают каплей глицерина с сернистым
аммонием (см. 1209). Сперматозоиды и отдельные клетки перемешивают 30мин;
с трехкратным объемом реактива, после чего несколько раз промывают
ледяной водой (при помощи центрифуги или на фильтре с отсасывающим насосом),
затем глицерин—сернистый аммоний и т. д. > •
* : Боцлер (1925) вместо неустойчивого нитрита кобальта употребляет болео
стойкий нитрат кобальта.
По поводу этой реакции Макаллума были высказаны сомнения (Лизеганг,
1914; Лизон; Карере-Комес, 1938). *
Фиксировать органы в абсолютном спирте нельзя, так как он растворяет
значительные количества калия—34—36% (Шейд, 1930). Такую же
реакцию, как и калий, в животном организме дают аммоний и ъсреатин (отличают
путем сравнения с реакцией на озолецном препарате, на котором
сохраняется лишь калий).
1215. Выявление калия раствором сиена-оранжа. Карере-Комес (1938)
использует способность парадипикриламина натрия давать в присутствии
калия тонкий кристаллический оранжево-красный осадок. Реакция
специфична для калиячдаже в присутствии элементов 4- и 5-й групп, исключая
рубидий и цезий. Аммоний дает положительную реакцию лишь в том случае,
еслц присутствует в большом количестве. Голльборн выпускает водный
раствор реактива под названием раствор сиена-оранжа.
Проведение реакции: а) фиксация нейтральным
формалином* заливка в парафин, освобождение срезов от парафина, ряд спиртов,

Исследование клетки и ее составных^ частей 291
дестпллированная вода; б) в течение 2 мин. обрабатывают раствором сиена-
оранжа; в) 10-процентный раствор концентрированной соляной кислоты
(уд. вес 1,19), 3 мин.; г)промывают 10 мин. в дважды сменяемой
дестиллированной воде; д) обсушивают фильтровальной бумагой; заключают в кедровое
масло. Результат: ткани, богатые калием, оранжевые; все остальное
не окрашено или светложёлтое. Специфичность реакции оспаривается.
Реакция может быть использована и для элективной окраски тканевых
структур, особенно богатых калием, как, например, эритроцитов, мышечных
волокон, эпидермальных образований. Подробности см. 1417 и 1731.%
Выявление кальция
1216i В организме может встречаться кальций, растворенный в вида
хлорида, сульфата или лактата п нерастворенный, но ионизированный шщ
способный к ионизации в виде карбоната или фосфата. Кроме того, имеется
так называемый маскированный кальций. Для всех этих соединений кальция
были предложены разные методы выявления, но, как определенно показал
Лизон (1936), лишь немногие из них выдерживают критику. В дальнейшей
будут приведены наиболее употребительные из этих методов. -
1217: Осаждение растворенного кальция в виде оксалата. Для обнаруже1
ник скоплений растворенного кальция при окостенении ткани, К. Раблй
(1923) фиксирует соответствующие кусочки ткани в смеси из равных частей
4-процентного раствора щавелевокислого аммония и нейтрализованного фор1
Фалина (1:4) или же/ лучше, только в насыщенном на холоду растворе
щавелевокислого аммония с прибавлением небольшого количества толуола (про1
тив гниения). Места, пропитанные растворенной известью, узнают по
появлению характерных моноклинных кристаллов щавелевокислого1 кальция]
Отложенная^ фосфорнокислая и углекислая известь, по Раблю, реактивом
не затрагивается. Чтобы её удалить и сделать ткань способной к резке, Рабль
декальцинирует кусочек, обработанный реактивом. Для этого после основа^
тельной отмывки избытка щавелевокислого аммония кусочек обрабатываю^
уксусной или фосфорной кислотой с прибавлением небольшого количества
формалина. :, ' * •. ; -
Фрейденберг (1926) считает невозможным отличить при помощи этого
метода в кусочке ткани растворенный кальций от осажденного 'кальция,
так как более длительное воздействие насыщенного нейтрального раствора
«оксалата вызывает превращение в оксалат кальция также и осажденного
кальция (Рабль, 1926). Лизон тоже сомневается в ценности этого метода.
1218. Выявление ионизированного или способного к ионизации кальция]
Вполне надежно гистохимическое выявление кальция в форме; кристаллов'
гипса (сульфата кальция)\ Для- этого срез, лежащий на предметном4стекле
в 40-градусном спирте, покрывают каплей '3-процентной серной кйслоты.\
При наличии кальция вскоре появляются типичные кристаллы гипса.
Недостаток метода состоит в том, что он дает возможность обнаружите лишь йри-*
сутствие кальция, но не установить его локализацию. •
1219. Выявить локализацию кальция удается путём образования лаки
с ализарином или с его производными, используя пурпуриновый метой
Грандиса и Маинини (1900). Замороженные или парафиновые срезы из свежего
пли из фиксированного в спирте материала помещают в насыщенный водный
раствор пурпурина и держат в нем до тех пор, пока они не окрасятся в
интенсивно красный цвет (5—10 мин.). Переносят на 3 мин. в 0,75 -процентный
раствор поваренной "соли. Промывают в 70-градусном сцирте вплоть до пре-'
кращения отдачи краски. Абсолютный спир*; ксилол; бальздмг. Ре зу л ь-
т а т: ткани, содержащие кальций, пурпурно-красные. 'л
19*

292
Глава XVI
Реакция дает положительный результат только при наличии большого
количества кальция; в этом случае ее вполне можно рекомендовать как
простую и надежную. Для обнаружения же кальция в клеточной протоплазме
она слишком мало чувствительна. Нужно учитывать еще, что лаки с
ализаринами могут образовывать также щелочные земли, железо и другие тяже-
лыа металлы, а следовательно, в сомнительных случаях, их присутствие
должно быть исключено.
1220. Метод К решена (1924) с галловой кислотой и формалином. В скупке
тонко растирают 2 части галловой кислоты и 1 часть триоксиметилена.
Непосредственно перед употреблением 0,25 г смеси обливают 5 см3 кипящей
дестиллированной воды и к раствору каплями прибавляют 0,5 см3 аммиака 18°
Боме (осторожно, сильно брызжет!). Затем стаканчик покачивают до тех пор,
пока красная вначале жидкость не станет соломенно-желтой и, вместе с тем,
годной к употреблению. Раствор сохраняется лишь короткое время-.
Коричневые или красноватые растворы не годятся.
Проведение реакции. Срезы освобоясдают ксилолом от
парафина и промывают хлороформом. Затем на них каплями наносят
небольшое количество еще теплого реактива; через 10—15 сек. избыток реактива
стряхивают, а препарат оставляют лежать на воздухе до тех пор, пока части,
содержащие известь, не приобретут характерную синюю окраску. После этого
препарат промывают насыщенным водным раствором сульфата кальция и
подкрашивают раствором эозина, на 100 см3 которого прибавлено 5 см3
аммиака. Затем быстро промывают в формалине 10 : 100; абсолютный спирт;
ксилол; бальзам. Результат: кальций синий, все остальное красное.
Реакция очень чувствительна и, па Лизону, является одной из лучших
гистохимических реакций на кальций. Кретен смог ею выявить даже кальций,
содержащийся в ядрах. Синяя окраска специфична для кальция; барий и
стронций дают зеленый, кремний желтый, железо коричнево-фиолетовый, а магний
розовый красочные лаки. Однако для последних металлов чувствительность
реакции значительно ниже. По Лизону, недостаток метода состоит в том,
что реакция часто удается лишь после нескольких проб и неясные срезы при
очень щелочной реакции реактива могут повреждаться или отставать От
стекла. ,
1221. Метод Макаллума (выявление кальция путем обработки серной
кислотой и уксуснокислым свинцом), по мнению'Лизона, не имеет
гистохимического значения.
1222. Методы Косса (1901), Гёмёри и Рёля (1905), Штёльтцнера и
других, предложенные для выявления фосфата кальция, не являются
специфическими гистохимическими реакциями. Так как они имеют значение главным
образом для морфологических исследований, то будут изложены ниже
вместе с методами исследования костной ткани (см. 1636—1641).
1223. Маскированный кальций пока удается обнаруяшвать лишь путем
озоления вместе с остальным кальцием в виде СаО.
По Шультц-Браунсу, кальциевую золу можно отделить от остальной золы
следующим образом: подышав на озоленный срез, переводят СаО в
нерастворимый в воде СаС03; после этого зольный препарат осторожно экстрагируют
в течение 2—3 мин. теплой водой (50°), а затем высушивают. Однако, как
указывает Скотт (1933), и этот способ имеет ряд источников ошибок.
Выявление меди
1224. Выявление жди по Окамото и Утамура (1938). Фиксируют по
возможности свежий материал в абсолютном спирте (употребляют также
нейтральный формалин). Парафиновые, целлоидиновые или замороженные срезы
помещают на 12—24 часа при 36° в хорошо закрытый реактив (см. ниже).

Исследование клетки и ее составных частей
293
Затем споласкивают дестиллированной водой; ядерная окраска квасцовым
кармином, спирт, ксилол, бальзам. Результат: соединения,
содержащие медь в виде зеленовато-черных гранул.
В качестве реактива служит рубеановодородная кислота. Устойчивый
основной раствор приготовляют путем растворения 0,1 а рубеановодород-
ной кислоты в 100 см3 абсолютного спирта. Непосредственно перед
употреблением смешивают 2—5 см3 основного раствора с 100 см3 10-процентного
водного раствора уксуснокислого натрия. Границы выявления 0,0006 f Си.
С Ag и Hg реактив дает черный осадок, с Ni—сине-фиолетовый, с
Со—желто-коричневый.
В качестве реактива используют также к-диметиламинобензилидинрода-
нин. Для реакции разбавляют 3 см3 устойчивого насыщенного спиртового
раствора 100 см3 дестиллированной воды. Реакцию проводят так же, как и
при методе изложенном выше, но для подкраски берут гемалаун или водный
голубой. Результат: медь красно-фиолетовая до красно-коричневой.
При этом методе наличие Pd, Рг, Au, Ag, Hg исключают, приготовляя
параллельно препарат с применением реактива, к которому прибавляют
1—4 еде8 1 н. азотной кислоты и 25 см3 3-процентного раствора Н202. В таком
кислом растворе соединения меди не реагируют.
Выявление свинца, золота и висмута
1225. Выявление свинца по Франкенбергеру (1921) и Кретдну (1929).
Фиксируют в бихромате калия с формалином по Рего. При этом соли свинца
осаждаются в виде нерастворимого желтого хромата свинца, который
распознается очень легко. По Лизону, этот метод соединяет хорошую специ-^
фичность с безупречной фиксацией.
1226. Выявление золота по Борхардту (1928) и Михаэлису (1930).
Фиксация абсолютным спиртом или формалином. Срезы помещают в 5-процентный
раствор азотнокислого серебра на 15 мин. в кипящей водяной бане или на
12—24 часа при 40°. После этого переносят для удаления осадков серебра
в 20-процентную азотную кислоту. Золото остается в виде черных зернышек.
Испытать на растворимость в KCNI
1227. Выявление золота по Окамото, Акаги и Миками (1938).
Фиксация в абсолютном спирте или нейтральном формалине. Парафиновые,
целлоидиновые или замороженные срезы помещают на 24 часа при 36° в
следующий реактив: насыщенного раствора в абсолютном спирте л-диметиламино-
бензилидинроданина 10—20 см3, 1 н. HN03 1—3 см3, 3-процентной НаОа
5—10 см3, дестиллированной воды 100 см3. Затем срезы споласкивают
дестиллированной водой; возможна подкраска гемалауном. Спирт, ксилол,
бальзам. Соединения золота обнаруживаются в виде фиолетово-красных и до
коричнево-красных гранул. Об отделении от Ag, Hg, Pt, Pd см.
оригинальную работу. /
Нужно учесть, что этим методом выявляется лишь ионизированное
золото.
1228. Выявление ртути по Брандино (1927). Фиксация в формалине
или спирте. Срезы помещают в 1-процентный раствор дифенилкарбазида.
Ртуть образует фиолетовый осадок.
1229. Соли урана окрашиваются при применении реакции с берлинской
лазурью (по Жерару и Кордье, 1932) (см. 1205) в коричневый цвет.
1230. Выявление висмута по Кристеллеру (1926) и Комая (1925): а) фик-
•zpyioT в формалине; б) замороженные срезы помещают на 1 мин. в реактив
Комая (см. ниже)*; в) очень быстро споласкивают дестиллированной водой,
на 10 еле3 которой прибавлено 2 капли аптечной азотной кислоты; г) срез
извлекают на предметное стекло, обсушивают и осторожно нагревают, а

294
Глава XVI
затем через карбол-ксилол—спирт (5:5: 2) переводят в
карбол-ксилол—бальзам. Результат: висмут темный ж^лто-коричневый; возможна
предварительная окраска раствором геццианового фиолетового.
II р и г о.т о в л в н и е ре актива Кома я. Раствор а: 1 г
сернокислого хинина всыпают в 50 см? дестиллированной воды; прибавляют по
каплям аптечную. азотную кислоту до растворения (требуется около 10
капель). Раствор б: 2 г йодистого калия в 50 см3 дестиллированной воДы.
Перед употреблением соединяют по 5 см? растворов а и б, прибавляют 2
капли аптечной азотной кислоты и фильтруют.
1231. В относительно простых случаях оказывается очень полезным
метод выявления металлов, предложенный Тиммом (1932, 1936). Фиксация в
абсолютном спирте, заливка в парафин обычным методом. Парафин со срезов
удаляют ксилолом, срезы помещают в бромбензол (уд. вес 1,56).и заключают
в бромбензол—канадский бальзам. После;этого ткань при рассматривании
в темном поле становится невидимой, тог^а как отложенные частцчки
металла выступают в виде ярко .светящихся зернышек (выявление на так
называемом оптически пустом срезе). • •
Этим.способом моясно, например, :сделать видимыми частички ртути, от-'
ложившиеся в клетках после отравления сулемой. Для облегчения
ориентировки срезы можно подкрасить гемалауном, тогда р темном доле выступают
красноватые ядра.
Для выявления свинца в костях Тимм фиксируют тонкие пластинки
кости в спирте, насыщенном xHgS (или в формалине; Зибер; 1936). Очедь легко
проникающий Н^'должен вызывать в местах естественного нахождения
металла образовациеЧруднорастворимого сульфида. После этого промывают до.
удаления кислоты в 30-процентном растворе сернокислого натрия,
насыщенном H2S, и в насыщенной H2S дестиллированной воде; затем нарезают на
замораживающем микротоме. Срезы заключают, как было указано выше, .и.
исследуют.
Этот метод очень чувствителен; по Тимму, он позволяет обнаружить еще
0,4—4 дигаммы свинца (1 дигамма—10"1а г). .С другой стороны, он цеспеци-
фичен, так как H2S, естественно, реагирует и с рядом других металлов. При
исследовании костей следует, прежде всего, исключить Fe, Си и Sb.
Сульфид железа растворяют при декальцинировании муравьиной- кислотой,
сульфид меди можно растворить и удалить в растворе цианистого калия,
а: сульфид сурьмы в желтом сернистом аммонии; тогда . нерастворенным
останется сульфид свинца. Таким образом, этот метод должен соответственно
требованиям каждый раз дополняться.
1232. Подробное критическое изложение гистохимических методов мьа
находим у Лизона (1936). О выявлении металлов методом гистоспектрогра-
фии см. В. и В. Герлах (1932, 1933) и Поликар (1933).
ГИСТОХИМИЧЕСКИЕ РЕАКЦИИ НА ОПРЕДЕЛЕННЫЕ
ОРГАНИЧЕСКИЕ СОЕДИНЕНИЯ
Выявление, тимонуклеиновой кислоты
1233. Нуклеальная реакция по Фёльгену исходит из того, что препа:
рат вначале подвергают мягкому слабому кислотному гидролизу,- при
котором пуриновые основания гуанин и аденин отщепляются от
тимонуклеиновой кислоты. Остаток (тиминовая кислота) получает при этом свободные
альдегидные группы и остается в ядре, связанный с белковым субстратом.
Если теперь перенести- такой «вскрытый» препарат в фуксинсернистую
кислоту .(реактив Шиффа), то альдегидные группы соединятся с реактивом
и дадут краситель интенсивного красно-фиолетового цвета. "

Исследование клетки и ее составных частей
295
Реакций происходит лишь на таких местах, где находится тиминовая
кислота или, соответственно, находилась тимонуклеиновая кислота. Так как
последняя содержится только в ядре, то одновременно получается
элективная ядерная окраска. Таким образом, нуклеальная реакция является не
только очень специфической гистохимической, реакцией на тимонуклеино-
вую кислоту, но и превосходным морфологическим методом окраски .цдер.
Как метод. окраски ядра нуклеальная реакция выгодна тем, что
протекает автоматически, без какого-либо дифференцирования; кроме того, она
ограничивается лишь «хроматином», содержащим нуклеиновую кислоту, и
оставляет неокрашенными истинные ядрышки и цитоплазматические струк-^
туры; наконец, она никогда не перекрашивает и не дает искусственных
продуктов. Принадлежащей фиксации гидролиз не вызывает никаких.видимых
структурных изменений.
,1234. Проведение нуклеальной реакции. Ниже излагается методика по
оригинальной проппсп Фёльгена. В приложенных примечаниях даны
упрощения, которые с течением времени себя оправдали.
Нуклеальную реакцию мощно проводить.на мазках и на замороженных
и парафиновых срезах. Для фиксации мазков их проводят через пламя, а рля
фиксации кусочков Фёльген первоначально настаивал на смеси Сулемы
с уксусной кислотой (6-процентного раствора сулемы 100 см\ ледяной ук-;
сусной кислоты 2 см?) без последующего иодирования. Позднее.оказалось*,
что лучше фиксировать в смесях хром—осмиевой, хром—фррмалвдовой или
в.формалине с бихроматом калия (см. 1238).
Мазки и замороженные срезы перед проведением реакции следует
на 24 часа положить в 96-градусный спирт для удаления мешающего реакции
плазмаля (см. 1241). При парафиновых срезах это излишне, так как цлазмаль
оказывается уже экстрагированным из них при обезвоживании и заливке.
В, общем реакцию лучше проводить на парафиновых срезах, чем на
замороженных.
Вначале Фёльген прибавлял1 к спиртовому ряду для связывания
альдегидов; 1-процентныйдиметилциклогексан,но,это.оказалось излипщим.
Обычное иодирование после сулемовой фиксации не вредит (Фрсс, 1926; Г. Бауэр,
1932). Можно заливать и. через метилбензоат—целлоидин—парафин./
Проведение реакции.
а) Срезы толщиной 10 [х, приклеенные белком с глицерином, после
удаления парафина переносят для гидролиза из дестиллированной воды, в
теплую соляную кислоту. При сулемовой фиксации гидролиз продолжается ровно
4 мин.
Гидролиз ведут в поставленном на проволочную сетку стакане емкостью
150—200сле8.^Стакай наполняют 1 н. соляной.кислотой и поддерживают в. нем,
при помощи микрогорелки, постоянную температуру в 60°. В стакан погрут
жают укрецленный.зажимом термометр, к которому прислоняют предметное
стекло. Уровень соляной кислоты отмечают на наружной стенке*стакана вот.
сковым карандашом, так что испарившуюся^ воду можно без труда время от
времени пополнять. Температуру в стакане легче поддерживать, если
поставить его в водяную баню. Колебания температуры между 59 и 61° не вредны.
Гораздо проще проводить гидролиз в хорошо закрытом сосуде в термот
стате, установленном на 60°.
Оптимальная продолжительность гидролиза варьирует в зависимости
от фиксирующей жидкости. Если гидролиз продолжается сверх известного
оптимального срока, то интенсивность реакции снижается до полного ее
прекращения. При сулемовой фиксации это происходит через 10—15 мин. Под*
робности см. 1238г
б. Д#я прекращения гидролиза предметные стекла погружают: в воду,
а затем быстро споласкивают в соляной кислоте. • • * ?.

296
Глава XVI
в. Препарат помещают в фуксинсернистую кислоту на 1—1,5 часа
(растительные объекты лучше на 3 часа).
В качестве сосуда для фуксинсернистой кислоты употребляют стеклянную
кювету для окраски с желобками, прикрывающуюся притертой стеклянной
пластинкой. Как только раствор покраснеет, его нужно обновить.
г. Промывают в воде, содержащей S02, 3 раза меняя воду (по 2 мин. в
каждой порции). Содержащую S02 жидкость для промывания наливают в три
стакана, обозначив их1, II и III, и закрывают часовыми стеклами. Препараты
всегда проводят в одинаковой последовательности, так что первый стакан
принимает больше всего фуксинсернистой кислоты,- в последний же она ужо
не попадает. Жидкость для промывания следует ежедневно сменять хотя бы
один раз.
Промывка в воде с S02 при всех точных исследованиях должна проводиться
очень тщательно. Лишь в случае простой ядерной окраски можно
удовлетвориться быстрым смыванием раствора красителя под струей водопроводной •
воды.
д. Промывают в обычной воде 5—10 мин. Спирты возрастающей
крепости; ксилол; бальзам.
Длительная промывка в воде дает значительно более насыщенную
окраску. После промывки возможна очень слабая подкраска световым
зеленым (1-пррцентный раствор, 2 мин.) или оранжевым G (0,1-процентный
раствор, 5 мин.).
Результат: части препарата, содержащие тимонуклеиновую
кислоту, окрашены в интенсивный красно-фиолетовый цвет. Так как они
локализованы в хроматине ядра, то в результате получается элективная ядерная
окраска.
Нужно учитывать, что гидролиз представляет собой существенную часть
нуклеальной реакции. Без гидролиза происходят совсем иные реакции,
известные как реакции на плазмаль (см. 1241) и на углеводы (см. 1104).
1235. Приготовление растворов.
а. 1 н. соляная кислота. 100 см8 концентрированной соляной кислоты
с удельным весом 1,19 доливают дестиллированной водой до 1 л.
б. Фуксинсернистая кислота. 1 г растертого фуксина (парафуксина)
заливают в эрленмейеровской колбе 200 см8 кипящей воды и жидкость для
растворения часто взбалтывают в течение 5 мин. Остудив приблизительно
до 50°, фильтруют в склянку с притертой пробкой и прибавляют 20 см*
1 н. соляной кислоты. Охлаждают водой до 25° и растворяют в
жидкости 1,0 г безводного бисульфита натрия (NaHSOg siccum pro analysi)-
Оставляют при комнатной температуре, по крайней мере, на 24 часа; за это
время раствор обесцвечивается. (В темноте в хорошо закрытом виде
хранится долгое время.) Готовая фуксинсернистая кислота имеет светложел-
товатую окраску; она всегда должна содержать некоторый избыток сернистой
кислоты, который предохраняет ее от разложения; последнее узнается по
покраснению раствора. Раствор не должен нагреваться (реактив Шиффа).
Очень важно пользоваться безупречно чистым основным фуксином
(я-розанилином), так как лишь при этом условии получается бесцветный
раствор. Томазе (1936) вместо бисульфита натрия советует брать в таком же
количестве более устойчивый метабисульфит калия (K2S206).
в. Содержащая S02 жидкость для промывания. Смешивают 200 см*
водопроводной воды, 10 см8 10-п]роцентного раствора продажного безводного
' бисульфита натрия и 10 см8 1 н. соляной кислоты. Каждый раз
приготовляют свежую смесь. Она должна быть богата S02 (диоксисернистая вода).
Хорошо закрытый раствор бисульфита можно хранить про запас.
1236. Замечания. Чтобы вполне удостовериться в том, что данная окраска
обусловлена нуклеальной реакцией, ставят контрольный опыт; для этого*

Исследование клетки и ее составных частей
297
препарат, без гидролиза, после кратковременного погружения в холодную HCl
подвергают действию фуксинсернистой кислоты. Ядра при этом должны
остаться неокрашенными.
При контрольном опыте фуксинсернистая кислота должна действовать
не дольше получаса, так как в противном случае наступит гидролиз и
реакция станет положительной.
1237. По Вермелю(1927), главный источник ошибок лежит в способности
фуксинсернистой кислоты очень легко разлагаться с освобождением
фуксина, который адсорбируется затем тканями. Поэтому если фуксинсернистая
кислота не удалена из препарата полностью, то при последующем ее
разложении может легко появиться окраска, дающая повод к ошибочным
толкованиям.
Чтобы уменьшить этот источник ошибок, Вермель вместо
фуксинсернистой кислоты употребляет ее моноальдегидное производное; для его получения
сперва приготовляют фуксинсернпстую кислоту по прописи Фёльгена. Через^
2 часа после прибавления бисульфита натрия приливают 0,2 см3 ацетальде-
гпда; раствор при этом принимает темнофиолетовую окраску.Через 30—60 мин.,
прибавляют 20' см3 1 н. соляной кислоты и 1 г сульфита натрия (NaaS03-f-
+7Н20). Наступает вторичное обесцвечивание раствора, которое при
комнатной температуре продолжается 1—2 дня. Фильтровать раствор не следует,
так как он при этом легко разлагается.
1238. Характер фиксации имеет существенное значение для результата
окраски. При испытании наиболее употребительных фиксаторов Г. Бауэр
нашел, что после большинства из них можно достичь при определенном
удлинении срока гидролиза максимальной нуклеальной окраски. Однако
одновременно оказалось, что степень повреждения структур при гидролизе
зависит от способа фиксации. После сулемовой фиксации (4—5—8),
предложенной самим Фёльгеном, появляются, как это наблюдал уже Берг, сильное
набухание и вакуолизация хроматина. С другой стороны, хром—осмиевая и
хром—формалиновая смеси фиксируют хроматиновые структуры таким
образом, что даже после длительного гидролиза не заметно никаких изменений.
Наилучшие результаты Г. Бауэр получил после фиксации по Шампи
(16—25—40) или после жидкости Флемминг—Гейтца (флемминговская
безуксусной кислоты; 16—25—40), затем после жидкостей Рего (6—14—60),
Ценкера (4—5—12), Гелли (4—8—16), Санфеличе (3—6—60), Буэн—Аллена*
(19—22—40). Последние три жидкости проникают лучше, но наряду с этим-
преимуществом имеется недостаток, состоящий в небольшом набухании
хромосом. Цифры в скобках обозначают оптимальную продолжительность
гидролиза; средняя цифра указывает время, при котором реакция наиболее-
интенсивна. Сравнение сроков показывает, что подъем, продолжительность
максимума и начало спада у отдельных фиксаторов очень различны.
Фиксировать в жидкостях Петрункевича (3—6), Карнуа (4—8) или Буэна не
рекомендуется, так как после них структуры при гидролизе плохо
сохраняются; кроме того, максимальная нуклеальная окраска не наступает после
этих фиксаций и при увеличении продолжительности гидролиза (Бауэр).
1239. При отрицательном исходе нуклеальной реакции нужно учитывать
возможность того, что концентрация присутствующих нуклеальных вещестн
столь мала, что реакция лежит ниже порога чувствительности. В качество
примера этого Фёльген приводит ядра зрелых неоплодотворенных яиц; в
их разбухших ядрах нуклеальные вещества настолько сильно рассеяны,
что не наступает никакой окраски. А. Кох и Бауэр наблюдали это явление
на хроматине растущих яиц у некоторых видов животных. Они его объясняют
химическим изменением вещества хромосом.
1240. По Фоссу (1926), нуклеальная реакция удается и на кусочках,
если продолжительность действия отдельных растворов соответственно'

298
Глава XVI
увеличивается. Фосс дает для проведения ее на более крупном эмбрионе мыши
следующие сроки: а) перевод объекта из жидкости, где он хранился, в де-
стиллированную воду; б) гидролиз в 1 н. соляной кислоте при комнатной
температуре, 1*/4 часа; в) гидролиз в 1 н. соляной кислоте в термостате при 55°,
18/4 часа; г) помещение в воду с, S02, 15—20 мин.; д) фуксинсернистая
кислота, 4х/2 часа; е) промывка в содержащей SOa воде, 16—18 час;
ж) спиртовый ряд, заливка в парафин;
Плазмалевая реакция
1241. Фёльген и Фонт наблюдали, что при действии фуксинсернистой
кислоты на замороженные срезы нуклеальная окраска часто перекрывается
интенсивной красной окраской цитоплазмы. Эта реакция оказалась
обусловленной присутствием тогда еще не известного, пшроко распространенного ли-
лоидного альдегида, который Фёльген и Фойт назвали плазмалем. Отсутствие
этого вещества на, парафиновых срезах объясняется его легкой
растворимостью в. спирте, благодаря которой оно экстрагируется спиртом при
обезвоживании перед заливкой. 9 ■ 1
Дальнейшие исследования Фёльгена и его сотрудников показали, что
плазмаль никогда не!, бывает в клетке в свободном состоянии; а всегда связан
о растворимым в спирте компонентом липоидной природы. Общий
комплекс представляет собой плазмалоген, который, по современным. данным,
■соответствует смеси ацетальфосфатидов, тогда как плазмаль являетсц смесью
альдегидов пальмитиновой и стеариновой кислот.
Плазмалоген, в отличие от плазмаля, не реагирует с реактивом Шиффа.
Однако он очень чувствителен к кислотам и сулеме.. Достаточно уже кислот-:
ности реактива, чтобы плазмаль отщепился приблизительно через 15 ъшн..
Еще быстрее действует обработка сулемой.
Таким образом, гистохимическое выявление плазмаля основывается на
том, что при обработке сулемой одновременно фиксируется ткань и
отщепляются от общего комплекса (плазмалогена) альдегиды высших жирных
кислот (плазмаль); при этом эти альдегиды вследствие присоединения к
желтоокрашенной фуксинсернистой кислоте дают красную окраску.
Все. три реакции—нуклеальная: окраска (см. 1233), нлазмалевая
реакция (см. 1241) и углеводная реакция f(QM- 110.4)—основаны_на ..применении
-фуксинсернистой- кислоты; отличаются они лишь характером предваритель-^
ной обработки, но благодаря этому выявляют совершенно различные
вещества. Первая реакция проводится после спиртовой ^экстракции и кислого
гидролиза, вторая—без алкоголя после действия сулемы или хлористой
платины и третья—после предварительной обработки хромовой кислотой.
1242. Проведение плазмалевой реакции.
Предварительные замечания. Так как плазмаль легко
растворим в спирте, то реакцию проводят на мазках или замороженньрс
срезах. Предварительная заливка в парафин или целлоидин невозможна.
Реакция дает наиболее надежный и полный результат на нефиксированных
замороженных срезах или расщепленных препаратах по способу Пишингера
«(см. 1244); преимущество ео состоит в том, что при ней практически не
появляется осадков сулемы. Это особенно ценно: потому, что удаления суле-*
мовых кристаллов иодированием следует избегать из-за воздействия на
плазмали.
Чистая сулемовая фиксация цельных кусочков вызывает наряду с
мешающими осадками еще и каплевидное отмешивание, скучивание и перемещение
плазмалогенов. То же самое относится и к сулемовым смесям.
Непригодными оказались также фиксаторы, содержащие, наряду с сулемой,
формальдегид, так как под его влиянием плазмалогены, вопреки мнению Жерара

Исследование клетки и ее составных частей
299
(1935), Лизона, Г. Бехера (1938) и других, изменяются настолько, что
выявить их становится невозможным. pH фиксирующей жидкости при этом
безразличен. Смеси, содержащие сулему и сульфат кадмия, как, например,
жидкость Бехера, вызывают особенно сильную и необычайную конгломерацию
плазмаля (Пишингер, 1942). Жидкости, содержащие хром и осмий, неприме-.
ним$1 для фиксации плазмалей ввиду их окисляющего действия.
Лучше всего заключать препарат в воду с S02. Можно также
пользоваться глицерином или гуммиарабиком. Однако стойкость плазмалевых
препаратов при лн?бых методах заключения очень плохая. Во всяком случае препараты
нужно хранить в темноте, так как они чувствительны к свету. Из этого
следует,, что препараты нужно изучать сразу же после изготовления, а с об-!
наруженных картин делать цветные зарисовки или фотоснимки, лучше нсего.
на цветной пленке.
Различные . авторы (например, Валльрафф) рекомендуют дополнять
исследования на замороженных срезах окраской кусочков с последующей,
заливкой в парафин (см. 1246). Однако, как показал Пишингер (1942),
парафиновая заливка, безразлично когда и как проведенная, вызывает
образование искусственных продуктов," поэтому ее следует избегать, особенно
при тонких исследованиях' плазмаля.
В смысле отношения к спирту исключение составляет эластическая ткань,'
которая настолько прочно удерживает плазмалоген и плазмаль, что спиртом,
они не экстрагируются или же экстрагируются лишь неполно. По Фёльг,ену,'
на этом основана подкраска эластической ткани при нуклеальной реакции.
Другие исключения описаны Фосс.ом (1927).
Приготовление фуксинсернистой кислотны и воды, содержащей S02,'
производится по 1235.
1243. Оригинальный метод Фёльгена. Материал: мазки или
замороженные срезы из свежей нефиксированной ткани. Из двух одинаково
приготовленных препаратов один помещают на 3 мин. в 1-процентный
раствор.сулемы, другой же в это время оставляют в воде. -Затем тщательно отмывают
водой сулему и помещают оба препарата одновременно на 10—15 мин. в фук-
синрернистую кислоту.. После, этого промывают в воде с S02. Рассматривают
в жидкости для промывки.
В препарате, обработанном сулемой, освободившийся плазмаль сразу же
вступает в реакцию и образует фиолетовое красящее вещество. На
необработанном препарате расщепление плазмалогена под влиянием фуксинсернистой
кислоты, а также красочная реакция происходят лишь через длительное
время. Это смещение реакций во времени имеет большое значение для
определения плазмалогена.
Имгейзер фиксирует в 0,3 н. HCl с прибавлением 1% сулемы и оставляет
материал в^еактиве на 1—2 часа. Фосс фиксирует в сулеме с уксусной кис-
лотрй так же, как и Валльрафф. По Валльраффу, возможна дополнительная
фиксации насыщенным водным раствором сулемы, а также длительное
пребывание в фиксирующей жидкости без нарушения реакции.
1244. Проведение реакции по Пигиингеру (1941, .1942). В этом случае
существенно одновременное действие сулемы и фуксинсернистой кислоты:
а) из нефиксированных органов приготовляют при помощи ножа глубокого
охлаждения, по 520, замороженные срезы толщиной 10—20 р., препятствуя
кисточкой скручиванию срезов. Срезы собирают на предметное стекло;
б) помещают на 10 мин. г в непосредственно перед этим приготовленную
смесь из 1 части насыщенного раствора сулемы и 3 частей реактива Шиффа.
Первая.окраска появляется уже через 20—25 сек. Раствор через некоторое
время мутнеет и его можно употреблять лишь один раз; в) споласкивают не-^
сколько раз оодой с S02; г) заключают в воду с S02 или глицерин.
Окантовывай?? замазкой для покровных стекол Крёнига.

300
Глава XVI
Маленькие или очень тонкие органы или кусочки органов Пишингер
(1942) погружает в воду с 802на 1 или, самое большее, 2 мин., а затем
помещает на 30—60 мин. прямо в смесь сулемы с реактивом. После этого
кусочки переносят в воду; с S02 и расщепляют в ней'на предметном стекле,
затем покрывают покровным стеклом и сразу же исследуют. После такой
обработки органов из них можно приготовлять и замороженные срезы.
По Пишингеру (1942), хорошие в общем результаты дает и фиксация
органов в кипящем растворе Рингера. Преимущество этого способа состоит
в том, что после него легко изготовляются замороженные срезы, которые
после короткой сулемовой обработки дают превосходную плазмалевую
реакцию. В отдельных случаях при такой обработке Пишингер, однако,
наблюдал своеобразные, еще не объясненные изменения окраски, в связи с чем
нужно проявлять известную^ осторожность.
1245. Верн (1929) фиксирует кусочки толщиной 3—4 мм в одном из
следующих растворов: а) смеси 30 см8 насыщенного водного раствора сулемы
с 70 см8 физиологического раствора поваренной соли; б) смеси сулемы 50 см8,
1-процентного раствора азотнокислого урана или хлористого кадмия 50 см8;
в) в 1-процентном водном растворе хлористой платины. Последний раствор
имеет то преимущество, что на препарате не получается осадков. После
фиксации промывают 10—12 час в проточной воде, затем режут на
замораживающем микротоме, проводят плазмалевую реакцию, как указано выше, и
заключают в сироп по Апати.
Материал, который не нарезают в течение 24 час, сохраняют в сильно
разбавленной фиксирующей жидкости.
1246. Окраска плазмаля в цельных кусочках. Фосс рекомендует ее для
исследования яиц и эмбрионов. По Валльраффу, она может быть с успехом
применена на любой животной ткани.
Проведение окраски: а) фиксируют сулемой; б) кусочки
толщиной около 2 мм помещают на 2 часа в воду с S02; в) переносят на
2 часа в фуксинсернистую кислоту; г) промывают в сменяемой несколько раз
воде с S02 не менее 15 час; д) 70-, 96- и 100-градусные спирты, в каждом
по 1 часу; метилбензоат—целлоидин; бензол; парафин. См. также 1242.
Белковые реакции
1247. Ксантопротеиновая реакция. Срез на несколько минут помещают
в холодную дымящуюся азотную кислоту, в которой белковые вещества
приобретают желтую окраску. Если срез после этого промыть в воде и поместить
в пары аммиака, то окраска переходит в оранжевую. Эта реакция дает
положительный результат также с фенолами, производными индола и
алкалоидами.
1248. Миллонова реакция. Для гистохимических целей рекомендуется
реактив, составленный по прописи Бенсли и Герша (1933). 400 см8
концентрированной азотной кислоты (уд. вес 1,42) разбавляют дестиллированной
водой до 1 л. После 48-часового стояния 1 часть этого реактива снова
разводят 9 частями дестиллированной воды. К полученной таким образом
4-процентной азотной кислоте прибавляют в большом избытке кристаллы
азотнокислой ртути и оставляют на несколько дней стоять до полного
насыщения (часто взбалтывают). К 400 см8 фильтрата прибавляют
3 см8 40-процентного исходного раствора и 1,4 г азотистокислого натрия.
В этот раствор кладут срезы. Обычно для появления удовлетворительной
розовой или красной окраски белковых веществ достаточно уже 3 час. Затем
на короткий срок погружают в 1-процентную азотную кислоту и быстро
проводят через абсолютный спирт в ксилол и бальзам. Положительная реакция
получается также с различными лишенными белка фенолами.

Исследование клетки и ее составных частей
301
~L'49. Нингидриновая реакция. Эта реакция служит для выявления низ-
—г белков или продуктов их распада. Для этой реакции Берг фиксирует
-гуесчкп ткани с длиной сторон 2—4 мм в 10-процентном растворе формалина
ткань нефиксированная или фиксированная неподходящим способом для
реакции непригодна). Под влиянием формалина высшие белки теряют свою
способность к реакции с нингидрином, тогда как у низших белков она
сохраняется (Берг).
После фиксации в течение 30—60 мин. промывают и режут на
замораживающем микротоме. Срезы толщиной 10—15 [х кипятят 1 мин. в 2,5 см9
0,02-процентного раствора нингидрина в маленьких стеклянных чашках
для выпаривания, а затем споласкивают водой и заключают в глицерин или
глицерин—желатину. Результат: продукты белкового распада и
низшие белки окрашены в синий цвет.
1250. Краситель, образующийся при нингидриновой реакции, может
окрашивать также любые другие структуры, если он^присутствует в
достаточной концентрации и может действовать достаточно длительно. В таких
условиях он ведет себя как гистологический кислотный краситель. Поэтому
при оценке. эффекта окраски нужно строго отличать настоящую реакцию
in situ от этой вторичной окраски (Берг).
1251. Для одновременного выявления продуктов белкового распада и
жира Берг и Фальк (1924) приготовляли препараты из материала,
фиксированного формалином. После 1—1,5-часовой промывки они окрашивали их
в спиртовом растворе шарлаха (концентрированный раствор на 70-градусном
спирте) 30 мин.; до окраски и после нее препараты обрабатывались
50-градусным спиртом. После этого производилась нингидриновая реакция, как
указано выше.
Ксантгидрольная реакция для выявления мочевины
1252. Реакция, примененная Штюбелем (1921) на кусочках почки,
обнаруживает мочевину в ткани в виде характерных кристаллических агрегатов
диксантил-мочевины.
Для проведения реакции свежевзятые кусочки ткани с длиной сторон
не более 2 мм (реактив проникает в ткань медленно) помещают на 6—12 час.
в 6-процентный раствор ксантгидроля в ледяной уксусной кислоте. После
48-часовой промывки в абсолютном спирте их заливают, проведя через
ксилол (не больше 1 часа), в парафин. Окрашенные гемалауном срезы
обнаруживают указанные выше кристаллы. Раствор ксантгидроля приготовляют
всегда заново. Само вещество также весьма быстро окисляется на воздухе
до ксантола, поэтому его нужно получать свежим и хранить хорошо закрытым.
Кристаллы диксантил-мочевины имеют форму тонких нитей. Они почти
всегда образуют различной величины друзы, окрашенные в
желтовато-зеленоватый цвет. В воде, спирте, эфире и ксилоле они нерастворимы. В карбол-
ксилоле они разрушаются. Кристаллы обладают двойным лучепреломлением.
Гистохимическое значение метода ограничено в том отношении, что место
образования кристаллов часто не совпадает с прижизненным расположением
мочевины. Поэтому локализовать ее в отдельной клетке или в определенном
месте клетки нельзя (Гикльгорн, 1936).
О выявлении при помощи окраски мочевой кислоты и уратов
см. 2134—2138.
Выявление гистидина по Брунсвику
1253. Свежие илц фиксированные срезы осторожно нагревают в
33-процентной азотной Кислоте для того, чтобы с помощью ксантопротеиновой
реакции сделать тирозиновые компоненты неспособными к реакции, не лишая

302
Глава XVI
в то же время гистидин способности соединяться с диазобензосульфокислотой.
После этого срезы споласкивают водой и помещают в концентрированный
раствор соды до тех пор, пока белковые компоненты не примут оранжево-
желтой окраски; затем под покровное стекло прибавляют одну каплю
растворенного в концентрированном растворе соды диазо-реактива. Р е з у л ь-
т а т: белковые составные части, содержащие гистидин, принимают кирпично-
красную окраску. Перед этим необходимо удостовериться в белковой природе
сомнительных структур.
1254. Мазки крови предварительно обрабатывают 5—10 мин.
метиловым спиртом или парами формалина (Берг). При проведении реакции
эритроциты приобретают интенсивный кирпично-красный цвет, белые кровяные
клетки остаются неокрашенными. Если реакция проделывается на ненитри-
рованных препаратах (т. е. на необработанных азотной кислотой), то в
кирпично-красный цвет окрашиваются также и белые кровяные клетки (проба
на гистидин и тирозин). Ядра и в этом случае остается неокрашенными
(Берг, 1923).
(Выявление глутатиона и сульфгидрильных групп .
1255. Для гистохимического обнаружения, встречающегося в очень
многих клетках глутатиона, Жуайе-Лавернь (1928) помещает замороженные срезы
свежей ткани в 20-процентном растворе нитропруссйдного натрия на
предметное стекло, прибавляет одну каплю 1 н. раствора соды и покрывает^по-
кровным стеклом. Глутатион окрашивается в фиолетовый цвет. Препараты
следует изучать сразу же, так как окраска сохраняется лишь короткое время.
Жиру и Бюйар (1930, 1931) для выявления соединений сульфгидрильной
группы помещают замороженные срезы на несколько секунд в 5-процентный
водный раствор уксуснокислого цинка. Затем ополаскивают
дестиллированной водой и переносят в 10-процентный раствор нитропруссида натрия, к
которому прибавлено около 2%\ аммиака. После этого спирт; ксилол;-бальзам.
Вещества1, содержащие SH,—красные. Препараты хранить в прохладном
и темном месте.
Выявление о у л ь ф*г ид р ильных гру irn по Ш е в-
ремону и Фредерику (1943). Реакцию можно проводить как на
свежих, так и на фиксированных мазках или срезах. Фиксировать луч^це
всего в формалине с хлористым натрием (см. 266) или в формалине с раствором
Рингера; можно также в жидкости Буэна. Оптимальная продолжительность
фиксации от нескольких часов до 1 дня, но ни в коем случае не дольше 2
дней. Приготовляют возможно более тонкие замороженные или парафиновые
срезы. (Выдерживать в спирте, промежуточных средах и парафине нужно1
как можно меньше; вся проводка продолжается несколько часов; поэтому
следует брать тонкие кусочки!)
Проведение реакции: а) срезы из фиксированного материала
тщательно промывают дестиллированной водой для удаления формалина;
б) помещают в 3 порции приготовленного и профильтрованного
непосредственно перед употреблением реактива, состоящего из 1 части свежего
0,1-процентного раствора железосинеродистого калия (pro änalysi) и 3 частей
1-процентного раствора феррисульфата (Fe2 (S04)8 pro analysi), pH 2,4. Смесь
на свету может сохраняться около 2 час. Она не должна приходить в
соприкосновение с металлическими инструментами. Общая продолжительность
действия: для замороженных срезов 10—20 мин., для парафиновых срезов
и мазков 20—25 мин.;.для дрожжей 1 час; в) длительная промывка в воде;
г) возможна дополнительная окраска, например азокармином; д) заключают
в бальзам или сироп левулозы. Результат: на присутствие
сульфгидрильных групп указывают синие гранулы или тонкий коллоидный осадок,

Исследование клетки и ее составных частей
зоа
похожий на диффузную синюю окраску. Фон желтоватый. Препараты
сохраняются длительное время.
Выявление производных фенола
1256. Методика выявления о- и л-фенолов с помощью реакции диазо-
соединения впервые была разработана Лизоном (1931); для работы очень
удобно стабилизированное диазосоединение, рекомендуемое Клара (1934),—
«соль прочного красного В», которая хорошо сохраняется в форме порошка.
Для употребления растворяют небольшое количество вещества в
охлажденной льдом дестиллированной воде (прибавляют кусочки льда и снаружи
обкладывают льдом; температура не выше 5°); затем, прибавляя углекислйй
литий, раствор делают щелочным, что обнаруживают по появлению желтой
окраски, которая становится все интенсивнее. В приготовленный таким образом
раствор помещают срезы,самое большее на 30 сек., а затем сразу же промывают
в воде. Ряд спиртов, ксилол, бальзам. Результат: структуры,
содержащие производные фенола, окрашиваются в яркий коричнево-красный цвет,
а остальные части диффузно в нежножейтый.
Готовый раствор, даже при самом тщательном охлаждении, уже примерно
через 10- мин. теряет свою годность. Поэтому приготовляют лишь небольшое
количество раствора, которое немедленно используют. Клара считает, что
для овладения методом лучше всего подходят базально-зернистые клетки
кишечного эпителия (у млекопитающих они особенно многочисленны в
краниальном отделе двенадцатиперстной кишки).
Выявление хромотропных веществ . :
1257. Хромотропными веществами называются вещества,
характеризующиеся содержанием высокомолекулярных эфиров серной кисЛЪ'гы (например*
хрндроитинсёрйая, мукоитинсерная кислоты). Они широко распространены,"
особенно в тканях эмбрионов, но имеются и у взрослых организмов,
например В^роговиЦе, в хрйще и в стенках сосудов: Для выявления хромотропных
веществ Г, Гольмгрен фиксирует 12—24 часа в 4-процентйом основном
уксуснокислом свинце; затем ополаскивание водой; спиртовыи ряд и заливка
в парафин. Для окраски срезы толщиной 5 ^ помещают-на 15—30 мин. в
1-процентный водный раствор толуидинового синего и затем как можно быстрее1
проводят, через 96-градусный и абсолютный спирты в ксилол и бальзам.
Ре з у л ь т а т: Хромотропные вещества метахроматически окрашены в красно-
фиолетовый цвет, яГдра синие.
Раствор уксуснокислого свинца нужно всегда приготовлять свежим и
держать хорошо закрытым. Цри этом можно исходить или из' кристаллического
уксуснокислого свинца, или из раствора Liquor plümbi subacetici pro analysi.
Кристаллические осадки; появляющиеся на препарате, можно удалить лишь
с повреждением хромотропного вещества. После фиксации формалином,
формалином с сулемой или по Буэну способность хромотропных веществ к
окраске снижается уже через 24 часа, а через 96 час. исчезает полностью.
I ГИСТО-ФИЗИКО-ХИМИЧЕСКИЕ МЕТОДЫ
Методы определения концентрации водородных
ионов в микроскопических препаратах
1258. Делались^ различные попытки приспособить обычные методы
определения концентрации водородных ионов к требованиям
микроскопического исследования, чтобы было возможно измерение ее на живой или свежей

304
Глава XVI
ткани и в отдельной клетке. Эта цель достигнута пока лишь частично.
Особая трудность состоит в том, что при умирании клеток и даже при повреж-
дейии их давлением или при других вредных воздействиях в клетках
происходит отмешивание различных, зачастую очень лабильных, биоколлоидов,
почти всегда связанное с изменением реакции^Рис, 1938). Поэтому измерения
величины pH на тканевых срезах дают значительные отклонения от величин
pH, наблюдающихся в живых системах. К этому присоединяется еще ряд
источников ошибок, обусловленных белковой, солевой, липоидной и меГа-
хроматической (Лизон, 1935) ошибками, а также различием в
концентрациях красителей, плохой проницаемостью индикаторных красителей и т. п.
1259. Из колориметрических методов определения лучше всего оказались
методы, разработанные Шмидтманом (1928) и Чемберсом. Принцип метода
Шмидтмана состоит в том, что с помощью микроманипулятора в
исследуемую клетку вводят зернышко индикатора и наблюдаемое изменение окраски
«сравнивают с соответствующими тест-препаратами.
Методика: устанавливают обычным способом кончик иглы
микроманипулятора; при этом сперва накладывают на влажную камеру
покровное стекло, на нижнюю поверхность которого нанесена узкая полоска
лецитина, а рядом насыпаны мельчайшие зернышки вещества индикатора.
Затем, наблюдая под микроскопом, сначала вводят иглу в лецитин, а после
этого захватывают ею зернышко красителя подходящего размера. Покровное
стекло с красителем заменяют вторым покровным стеклом, несущим
исследуемый объект в висячей капле. Иглу с приставшим к ней веществом индикатора
вводят в клетку снизу и сразу же быстро извлекают обратно. Теперь видно,
как зернышко растворяется в протоплазме клетки и окрашивает ее в
соответствии с природой и характером реакции индикатора. Вначале после
испытания различных индикаторов устанавливают, в какой приблизительно
области лежит pH клетки. После этого более точную величину получают
следующим образом: на покровное стекло наносят друг около друга мельчайшие
капельки буферных растворов, pH которых более или менее соответствуют той
величине pH клетки, какую можно ожидать на основании предварительного
испытания. Если в буферные растворы ввести таким же способом, как в
клетку, по зернышку индикатора, то получается сравнительная шкала для
оттенков окраски в исследуемой клетке.
Пример (по Шмидтману). Препарат поперечнополосатых мышц
мыши. Бромтимоловый синий растворяется и дает желтую окраску,
нейтральный красный — ясно выраженную красную, л-нитрофенол—желтую. Область
перехода бромтимолового синего лежит между 6 и 7,6. Сравнение с
буферными растворами позволило установить соответствие с оттенком окраски
при pH 6,6. Для л-нитрофенола область перехода лежит между 5 и 7; в этом
случае сравнение с буферными смесями дало соответствие с pH 6,7.
Чемббрс производит с помощью микроманипулятора микроинъекции
растворов индикаторов в клетку, нейтрализуя при этом кислые индикаторы
едким натрием, чтобы противодействовать подкислению протоплазмы.
1260. Рис (1938) использует непосредственную окраску нейтральным
красным, хлоргидратом и сульфатом нильского голубого, но советует
одновременно производить контроль с применением индикаторов Кларка и Любса;
из них особецно пригодными оказались метиловый красный, крёзоловый
красный и феноловый красный, тем более что на некоторых объектах они могут
быть использованы для непосредственной- прижизненной окраски. Цвет
окраски гранул основными витальными красителями не следует, однако,
привлекать для определения pH клетки (Рис, 1938). На табл. 7 сопоставлены
особенно рекомендуемые индикаторы pH. К сожалению, индикаторы Кларка
у целого ряда объектов проникают лишь очень плохо, что сильно затрудняет
лолучение точной величины pH.

Исследование клетки и ее составных частей
305
Таблица 7
СПИСОК ОСОБЕННО РЕКОМЕНДУЕМЫХ ИНДИКАТОРОВ pH
(по Рису, 1938) ,
Краситель
Область перехода
окраски
. Пригоден
для
непосредственной

прижизненной окраски
для
микроинъекции
Бромфеноловый синий
Бромкрезоловый зеленый . . .
Метиловый красный
Хлорфеноловый красный . . .
Бромкрезоловый пурпурный . .
Бромфеноловый красный . . .
Ализарин красный
Бромтимоловый синий
Феноловый красный
Нейтральный красный .....
о-Крезоловый красный .....
*-Крезоловый красный ....
Хлоргидрат нильского голубого
Тимоловый синий
Сульфат, нильского голубого
3,0—4,6
3,8-5,4
4,4-6,2
4,8—6,4
5,2—6,8
5,4—7,0
5,5—6,8
6,0—7,6
6,8—8,4 '
6,8—8,0
7,0-0,8
7,6—9,2 .
7,2-7,7 (8,6)
8,0—9,6
10,2—13,0
+
(+)
(+)
(+)
(+)
+++
+++
+++'
+
+
+
:+
+
+
•+
+
1261. Арнольд (1938) получал на яйцах млекопитающих хорошие
результаты с црижизненной окраской индикаторами: ярким крезиловым синим,
крезиловым прочным фиолетовым, ярким витальным красным, нейтральным
красным и чисто сливовым. К среде для наблюдения (раствор Рингера,
сыворотка крови) прибавляют следы этих красителей. ,
1262. На подходящих объектах (например, дробящиеся клетки) можно
производить определение концентрации водородных ионов и электрометриче^
ским методом. Для этого особенно, пригоден разработанный Бойтендайком
потенциометрический метод, основанный на способности сурьмы при
соприкосновении с жидкостью давать разность потенциалов, зависящую только от
концентрации водородных ионов в этой жидкости. Бойтендайк и Вердеман
(1927), пользуясь микроманипулятором, смогли определять при помощи
сурьмяных электродов pH с точностью до 0,05. Недостаток метода состоит только
в том, что до настоящего времени не удается получить кончик электрода с
поперечником менее 0,05 мм. :
1263. Об определении в клетке окислительно-восстановительного потен--
циала (гН) см. Рис (1938). У него же дан обзор современных данных по pH
и гН различных тканей.
Определение изоэлектрической точки
1264. Определение изоэлектрической точки в ткани основано, по Пйшин-
геру1, на следующем принципе.
1 Первоначально Пишингер (1926) употреблял толуидиновый синий и пианол-
По моей просьбе, проф. Пишингер любезно описал применяемую им теперь технику,
которая и изложена в» 1264.
20 в. Ромейо

306
Глава XVI
После спиртовой фиксации и заливки в парафин на гистологическом
срезе остаются вещества, нерастворимые в органических жидкостях; это
главным образом белковые вещества. В водной среде последние снова
получают свои, присущие амфолитам электростатические заряды, которые
определяются соотношением диссоциации основных NH2 и кислых СООН групп.
Так как это соотношение меняется в зависимости от концентрации водородных
ионов в окружающей среде, то при этом варьирует и величина
электростатических зарядов белкового субстрата. С увеличением Ch (соответствует
снижению pH) вследствие подавления диссоциации СООН групп отрицательный
заряд уменьшается, одновременно увеличивается положительный заряд
благодаря прогрессирующей диссоциации NH2 групп. При определенном pH
диссоциация обеих групп одинакова. Эта величина pH называется изоэлек-
трической точкой. В этой области происходит перемена электрического
заряда, а вместе с этим, естественно, меняется и электростатическая адсорбция;
в кислую сторону способность белка связывать основные (положительные)
красители быстро теряется, напротив, связывание кислотных
(отрицательных) красителей возрастает. Поэтому изоэлектрическую точку гистологиче-*
ского элемента можно приближенно определять по установлению быстрого
падения окраски неперезаряжающимися красителями при различных
концентрациях водородных ионов. Для различных белковых тел область
перемены заряда лежит при неодинаковых pH. На основании сказанного,
ацидофилию и базофилшо нужно считать понятиями относительными.
Необходимым условием для определения изоэлектрической точки на
срезах тканей является точная работа с химически чистыми бюретками,
пипетками, мерными колбами, с точными весами и химически чистыми реактивами.
Методика: а) фиксируют в чистом абсолютном спирте (другие
фиксации дают измененные величины; так, например, после формалина
вследствие метилирования группы NH2 происходит сдвиг изоэлектрической точки
в кислую сторону; см. Цейгер, 1930); б) заключают через бензол в парафин;
в) приготовляют соответствующее число срезов равной толщины (5—6 ji);
их приклеивают дестиллированной водой лишь за счет адгезии (предметные
стекла моют в азотной кислоте, серной кислоте с бихроматом или в мыльной
воде и хранят в дестиллированной воде); г) удаляют парафин и окрашивают
ряд срезов в забуференных растворах метиленового синего и соответственно
пунцового кристаллического при различных pH, 10 мин. (вместо пунцового
кристаллического можно также употреблять в качестве кислотного
красителя цианол, но с ним работать труднее; как правило, обходятся одной только
окраской метиленовым синим); д) споласкивают около 1 мин. буферными
растворами того же pH; е) окраску метиленовым синим фиксируют
5-процентным молибденовокислым аммонием по Бете, 4 мин.; ж) быстро
обезвоживают; ксилол; цедакс.
Приготовле ни е растворов:
. а. Буферные растворы. Можно употреблять разнообразные .буферы,
например 0,02 М фосфатную или 0,02 М ацетатную смесь (Михаэлис и Рона)*
Особенно пригодными оказались ацетат-вероналовые буферные смеси по Ми-
хаэлису (1931), которые охватывают область pH 2,62—9,64. Дальнейшее об
этом см. 1265.
б. 0,004 М основной раствор красителя: 0,13 г чистейшего метиленового
синего или 0,18 а чистого пунцового кристаллического на 100 см*
дестиллированной воды. Для окраски смешивают равные части растворов буфера и
красителя, для ополаскивания—равные части буфера и дестиллированной воды.
Этот метод дает эквивалентные показания при соблюдении раз навеегда
установленных физико-химических и технических условий; поэтому для
получения сравнимых величин или же для установления смещения нормальных
показателей следует придерживаться неизменной техники (Пишингер).

Исследование клетки и ее составных частей
307
1265. Длц приготовления ацетат-вероналового буфера по Михаэлису
(1931) 9,714 г ацетата натрия (NaC2H802-f-3H20) и 14,714 г вероналового
натрия растворяют в свободной от С02 воде, доливая ее до объема 500 см3. На
каждые 5 см3 этого основного раствора прибавляют 2 см8 8,5-процентного
раствора NaCl, а еле8 0,1 н. HCl и (18—а) см8 Н20. Прибавление NaCl
поддерживает ионную концентрацию буфера на постоянном уровне, равном солевому
раствору, изотоничному кровц. В табл. 8 дано изменение pH буфера в
зависимости от количества добавляемого 0,1 н. раствора HCl.
Таблица 8
ИЗМЕНЕНИЯ pH АЦЕТАТ-ВЕРОНАЛОВОГО БУФЕРА
0,1 в. раствора
HCl, слез
0
0,25
0,5
0,75
1,0
2,0
3,0
4,0
5,0
5,5
6,0
6,5
рн
0,1 н. раствора
HCl, см*
9,64
9,16
8,90
8,68
8,55
.8,18
7,90
7,66
7,42
7,25
6,99
6,75
7
8
9
10
11
12
13
14
15
16
рн
6,12
5,32
4,93
4,66
4,33
4,13
3,88
3,62
3,20
2,62
Интервалы в таблице выбраны в соответствии с изменением величины а
так, чтобы между, указанными интервалами можно было бы проводить
линейную интерполяцию.
1266, Цейгер (1935) предпочитает вместо спирта фиксацию кислым
формалином (1 : 4), так как при этом, с одной стороны, структуры сохраняются
значительно ближе к естественному состоянию, чем при спиртовой фиксации,
а с другой—при одновременном смещении областей перемены заряда в кислую
сторону не изменяются взаимные отношения зарядов отдельных элементов
ткани. Кроме того, фиксация формалином при изготовлении замороженных
срезов имеет еще и то преимущество, что она в широкой степеди
стабилизирует жиры и липоиды. Цейгер указывает при этом еще на данные Иазу-
цуми (1933), согласно которым и фиксация чистым спиртом также несколько
нарушает величину области перемены заряда живых элементов ткани.
20*

Глава XVII
ИССЛЕДОВАНИЕ ЭПИТЕЛИЕВ И ЭНДОТЕЛИЕВ
1267. Для исследования в свежем виде эпителии получают путем
осторожного соскабливания острым ножом выстланной им поверхности. Для
взятия плоского эпителия годится, между прочим, поверхность языка. Для
наблюдения мерцательных эпителиев классическими объектами служат
слизистая неба лягушки, жаберные пластинки моллюсков, а также клетки
печеночных ходов улитки. Многие паразиты, встречающиеся в мочевом пузыре
и клоаке лягушки, имеют мерцательную поверхность.
1268. В качестве среды для исследования живых объектов служит
жидкость тела или одна из тех жидкостей, которые указаны в 118—124.
Прибавляя слабые кислоты и щелочи, можно изучать их влияние на мерцание
ресничек (например, едкий калий в разведении 1 : 1000 действует возбуждающе).
Если требуется для лучшего наблюдения замедлить мерцательное движение,
то к жидкости, в которой ведется наблюдение, прибавляют немного раствора
гуммиарабика. В соскобас зубов или-со слизистой ^ротовой полости наряду
с плоским эпителием и бесчисленными бактериями попадаются слюнные
тельца; в йх протоплазме часто располагаются зернышки, находящиеся в
броуновском молекулярном'движении.
1269. Для получения ясного представления о форме эпителиальных
клеток часто бывает необходимо изолировать отдельные клетки эпителия. В таких
случаях свежие нефиксированйые обрывки эпителия или кусочки органов,
выстланных эпителием (например, кишечника, трахеи), помещают в
изолирующие (мацерирующие) жидкости. При этом количество жидкости нужно
брать приблизительно равным объему мацерируемого органа или
превышающее его максимум в 3 рааа; в противном случае будет преобладать
фиксирующее действие. Повышенная температура (37°) ускоряет процесс. Через из1вест-
ный срок клетки можно изолировать простым встряхиванием,
поколачивавшем или расщеплением. Исследуют в изолирующей жидкости, воде или
глицерине, к которым, смотря по обстоятельствам, прибавляют еще немного
красителя, например эозина или пикрокармина.
1270. К лучшим изолирующим средствам для эпителия относится так
называемый спирт в треть по Ранвье (1874): 30 см3 90-градусного спирта и
60 см3 вода. Не слишком большие кусочки свежего эпителия кладут в
небольшое количество жидкости на 12—24 часа. После этого изоляция обычно
получается уже при простом встряхивании и при легком поколачивании
препаровальной иглой лежащих на предметном стекле кусочков или при
соскабливании поставленным вертикально ножом.
1271. Для получения мерцательных эпителиев особенно пригоден
эпителий трахеи (собака, кошка, человек). По Поска-Тейссу (1936), слизистая
отделяется уже через 20—45 мин. после помещения в спирт в треть. Для окраски
изолированных клеток несколько капель мацерированной ткани
размазывают горизонтально цоставленной препаровальной иглой по слюде или по
предметному стеклу, затем влажный еще мазок помещают на 20—30 мин.

Исследование ' эпителиев ~ и эндотелиев
в жидкость Буэна.;Далее 50-градусный спирт, вода, окраска
гемалаун—эозином, спиртовый ряд, ксилол, бальзам.
г В других случаях может оказаться целесообразном нетронутый еще йу1
сочек ткани после мацерации тотально окрасить гемалауном или квасцовым
кармином, промыть и лишь после этого начать изолировать клетки.. :
.1272. Эвальд (1897) после изоляции спиртом в треть фиксирует ещё
0,5-процентной осмиевой кислотой и несколько раз промывает.7
0 других средствах для изоляций эпителиев см. ниже (1273—1276).
1273. Осмиевая кислота (1:1000). Маленькие кусочки мацерйруют
24 часа и дольше, промывают водой и расщепляют в воде или глицерине.
1274. Иод—серум по,М. Шультце (18Q4). Амниотическую жидкость
насыщают иодом (0,1 г иода растворяется приблизительно в 700 см2 амниотиче1
ской жидкости). Действие 24 часа или дольше.
. 1275. Водный раствор хромовой кислоты (1:1000). Длительность
действия от 24 час. до нескольких недель. Прибавляют тимол или камфору.
Также действуют 0,5-процентные растворы бихромата калия или аммония
или разбавленная жидкость Мюллера (10:1000).
у 1276. В течение немногих часов мацерирует 1—2-процентный раствор
фтористого натрия. Пригоден для эпидермиса, волокон хрусталика, .гладких
мышечных волокон и др. (Леви, 1904).
1277. Промывание;мацерированных кусочков ткани лучше и проще всего
производить центрифугой, с помощью которой весь процесс промывки;
окраски, обезвоживания и т. д. проводится быстро, точно и без потери мате-;
риала. Само собой разумеется, что после каждой смены жидкости осадок
ну ясно вновь хорошо взбалтывать.
1278. Целесообразнее всего пользоваться простой ручной центрифугой
или центрифугой с водяной турбиной в 2000 об/мин., так как такая скорость
вполне достаточна для осаждения, и, кроме того, при этих моделях Отпадает
необходимость точно уравновешивать центрифуяшые пробирки, что требуется
при употреблении больших' электрических центрифуг и отнимает много
времени. '
1279. За неимением центрифуги пользуются способом седиментации.'
Мацерируемым кусочкам ткани дают осесть в рюмке и отстоявшуюся над
осадком жидкость сливают сифоном по Маису. (При этом способе короткое
колено сифона, погружаемое в жидкость, на нижнем конце еще раз изогнуто
кверху и затем у самого изгиба обрезано так, что отверстие трубки
оказывается направленным кверху.) Этим сифоном, особенно если просвет трубки
достаточно узок, можно отсосать жидкость почти до последней капли, не
захватывая при этом сколько-нибудь осадка. После этого прибавляют про:
мывающую жидкость, вновь осаждают и т. д.
1280. При наблюдении свежих эпителиев. или эндотелйев о поверхности
клеточные границы или вовсе не видны, или видны лишь очень неотчетливо.
Их можно сделать видимыми при помощи так называемого метода серебрений
(Ранвье, 1868 и 1889),
При действии раствора серебра на свежую нефиксированную ткань
говорят о предварительном серебрении, при действии на фиксированную ткань—
т> последующем серебрении. : \ . .
Перед серебрением смывают со свежих пленок, брыжясейкй, "кусков
перикарда, разрезанных тонких сосудов, раздутых легочных.альвеол й тг-д!
приставшур кровь и белковые жидкости, быстро ополаскивая их дёстиллиро;
ванной водой; после этого кусочки переносят7 в 0,5-процёнтный водный
раствор азотнокислого серебра й оставляют в нем до тех пор, пока кусочки не
начнут становиться' мутнобелымй и непрозрачными, что- обычно'происходит
минут через 5. Далее кусочки переносят в большое йолйчествФ дёстиллиро*
ванной iводы-и оставляют на -ообещённом''солнцем месте ftb. Появлений

310
Глава ХУГ11
коричневой окраски. После этого их еще несколько раз основательно
споласкивают дестиллированной водой или исследуют в глицерине, или же
постепенно переносят в абсолютный спирт; причем нужно стараться, чтобы пленки
были соответствующим образом растянуты (например, натянуты иглами на
пробку). Ксилол, канадский бальзам. Если серебрение удалось, то на таких
кусочках клеточные границы или поверхности контакта между клетками
приобретают черный цвет, в то время как тело клеток и ядра лишь слабо
импрегнируются или же не импрегнируются вовсе.
Возможна дополнительная окраска ядер квасцовым кармином, гемалау-
ном и т. п. Лучше всего ее производить после обработки спиртом.
1281. По Ашару и Эно (1906), а также по Ялови и Хржановскому (1939),
появление серебряных линий зависит исключительно от хлоридов.
1282. Клеточные границы в эпидермисе были впервые выявлены
азотнокислым серебром Краузе в 1844 г. В диссертации, выпущенной в 1854 г. из
лаборатории Коккиуса, Флинзер обратил внимание на то, что после
прижигания эпителия роговицы ляписным карандашом между клетками появляется
осадок. Подробный исторический обзор см. Штадтмюллер (1921).
- 1283. В качестве растворителя азотнокислого серебра вместо воды можно
брать 0,5-процентную осмиевую кислоту (Р. и О. Гертвиги) или
2—3-процентную азотную кислоту; при этом одновременно проявляется и
фиксирующее действие. Жидкостью действуют около 15 мин., промывают в
дестиллированной воде около 30 мин., переносят в 70-градусный спирт, окрашивают
(гемалауд или кармин) и переводят в канадский бальзам, согласно обычным
правилам.
1284. О. Шультце (1907) действует 2-процентным раствором
азотнокислого серебра с 0,1-процентным содержанием осмиевой кислоты в течение
30 мин. Затем быстро споласкивает дестиллированной водой и
восстанавливает на полном солнечном свету 1-процентным раствором гидрохинона или
пирогалловой кислоты. Можно также сперва в течение 24 час. действовать
0,5-процентной осмиевой кислотой, а затем столько же времени
2-процентным раствором азотнокислого серебра. После этого споласкивают и восстав
навливают, как указано выше.
1285. При всех методах серебрения нужно тщательно избегать
соприкосновения с растворами серебра обычных металлических шпателей, железных
игл, пинцетов и т. д. Можно легко обойтись импровизированными
инструментами, изготовленными из дерева, рога, щетины, шипов и т. д. Вместо
металлических игл используют иглы ежа; два кусочка рога или дерева,
соответственно заостренные и привязанные для удлинения обыкновенного
пинцета, деревянный шпатель или роговую ложечку и другие. Этих
инструментов обычно достаточно для работы.
1286. Сеть замыкающих пластинок выявляют по 672 или 684.
1287. Для обнаружения межклеточных мостиков Колосов (1898)
промывает сосуды исследуемого органа 0,6-процентным раствором поваренной
соли, а затем инъиццрует следующий раствор: 0,5-процентного водного
раствора осмиевой кислоты 100 см3, 30-процентной азотной кислоты 0,5—1 см3,
ледяной уксусной кислоты 1 см3, азотнокислого кальция 10—12 а. Вскоре
после этого (через 15—30 мин.) орган разрезают на мелкие кусочки, помещают
на 16—24 часа в 0,5-процентнук> осмиевую кислоту и на такой же срок в
10-процентный раствор таннцна, который сменяют до тех пор, пока не
исчезнет почернение. Вода, 70-, 85-, 96-градусный и абсолютный спирты и т. д.
Заливка в парафин. Окраска не нужна. .
1288. Воронин (1898) протравляет срезы 10 мин. или дольше в 1-про-
центной осмиевой кислоте, обрабатывает в течение такого же срока
насыщенным раствором таннин а, переносит еще раз примерно на 20 мин. в
1-процентную осмиевую кислоту и некоторое время промывает в абсолютном спирте.

Исследование эпителиев и эндотелиев 311
1289. Наиболее надежная и красивая окраска фибриллярных структур
получается при употреблении смеси генцианового фиолетового с оранжевым,
предложенной Лэйном (1908) и Бенсли (1912) для других целей. Чариппер
(1928) советует для окраски фибриллярных структур фиксировать материал
беспозвоночных 12—24 часа в смеси: жидкости Ценкера (без уксусной
кислоты) с прибавлением 5-процентной муравьиной кислоты 4 части,
2-процентной осмиевой кислоты 1 часть. Для материала позвоночных в смеси:
жидкости Ценкера (без уксусной кислоты) 95 см3, муравьиной кислоты
(85-процентной) 2,5 см3, осмиевой кислоты (2-процентной) 2,5 см3. Заливка
в парафин. Приготовление и употребление раствора краски, как в 2227
и 2228. Результат: ядра, фибриллы, зернистости пурпурно-фиолетовые,
протоплазма желтая.
1290. Для выявления клеточных границ, мерцательных волосков с ба-
зальными тельцами и особенно протоплазматических волокон так
называемых шиповатых клеток (волокнистых клеток) весьма пригодна окраска
водный голубой—орсеин—эозин, по Унна.
Фиксировать лучше по Гелли; но можно и в жидкости Орта, Буэна,
в спирт—формалине или формалине.
Приготовление растворов красителей.
а. Раствор сафранина: 1 г сафранина О-подогревают с 30 см3
95-градусного спирта в колбе на водяной бане; после растворения прибавляют 70 см3
дестиллированной воды и фильтруют.
Сафранин О представляет собой смесь толусафранина и фено сафранин а.
б. Раствор водного голубого— орсеин—эозина. приготовляется
соединением двух отдельно составляемых растворов а и б. Раствор а: 1 а водного
голубого растворяют в 100 см3 дестиллированной воды и 1 г орсеина в 50 см3
96-градусного спирта; цосле цолного растворения красителей оба раствора
соединяют и прибавляют 20 см3 глицерина и 5 см3 ледяной уксусной кислоты.
Раствор б: 1*г эозина (растворимого в спирте) на 80 см3 абсолютного спирта.
Для окраски смешивают 10 частей раствора а с 3 частями раствора б.
По первоначальной прописи Унна, к последней смеси приливалось еще
3 части 1-процентного раствора гидрохинона. Однако, по Мартинотти (1924),
это добавление излишне. По последней пропири, Унна (1929) смешивает 6
капель раствора а и 54 капли раствора 1 г эозина (растворимого в спирте)
я 100 см3 абсолютного спирта.
Проведение окраски: а) парафиновые, приклеенные белком,
срезы толщиной не больше 5 jjl помещают в готовый раствор водного голубого—
орсеин—эозина на 10 мин.; б) быстро споласкивают дестиллированной водой;
в) окрашивают в 1-процентном растворе сафранина, 10 мин.; г) споласкивают
дестиллированной водой; д) погружают в 0,5-процентный раствор бихромата
калия на 10—15 сек. (см. ниже); е) споласкивают в дестиллированной воде,
дифференцируют и обезвоживают абсолютным спиртом; ксилол; канадский
бальзам.
Результат: хроматин красновато-парафиновые, ядрышки красные,
эпителиальные фибриллы красноватые, цитоплазма синевато-фиолетовая,
соединительная ткань синяя, эластическая ткань коричнево-красная.
Макроскопически препарат должен выглядеть фиолетовым.
Тон окраски эпителиальных волокон в зависимости от длительности
пребывания препарата в бихромате калия бывает различным: при кратком сроке
окраски волокна светлофиолетовые, при продолжительном—темнофиолето-
вые и, наконец, сине-фиолетовые.
1291. Рио-Хортега (1926) для выявления эпителиальных фибрилл
рекомендует следующий весьма надежный метод,- который применяют после
15-дневной фиксации в формалине: а) возможно более тонкие замороженные
срезы помещают в 10 см3 раствора углекислого серебра (приготовление

312
Глава XVII
см.. 1551), к которому прибавлено 10—12 капель пиридина. В закрытом
сосуде, срезы нагревают до 50—55°, пока они не будут интенсивно окрашены;
б) промывают в большом количестве дестиллированной воды; в)
восстанавливают в формалине 1 : 100; г) фиксируют в 5-процентном тиосульфате натрия;
д) промывка; спирты возрастающей крепости, ксилол, бальзам.
.1292. В органах со смешанным эпителием (плоский и мерцательный или
цилиндрический эпителий) можно рассматривать распределение эпителия
с поверхности под лупой по следующему методу Циллиакуса. Вырезают
орган, например гортань, матку и т. д., тщательно промывают в
физиологическом растворе поваренной соли и фиксируют в естественном положении 24 часа
в смеси насыщенного раствора пикриновой кислоты (1 объем), насыщенного
раствора сулемы (1 объем) и дестиллированной воды (2 объема); взятые из
атой смеси куски промывают 1 час в проточной воде и на 2—3 дня переносят
в - насыщенный водный раствор пикриновой кислоты. После ополаскивания
препарата: в обыкновенной воде его окрашивают под контролем 2—4 мин.
в гемалауне. Если нужно, то после этого промывают в 1-процентном раствор.е
соды, затем в проточной воде и т. д. Плоский эпителий кажется желтым,
цилиндрический—черно-зеленым.
Подробности об исследовании эпителиальной ткани см. гл. XXXIV.

Глава XVIII
ИССЛЕДОВАНИЕ КРОВИ
ВЗЯТИЕ КРОВИ
1293. Для взятия крови применяют вычищенные эфиром ланцетовидные*
иглы (так называемый кровяной ланцет или ланцет для прививки) или, лучше,
иглу Франка. В кончик пальца (или же в мочку уха) быстро делают
укол глубиной 2—3 мм. Очень важно, чтобы соответствующее место кояш
было предварительно вымыто с мылом и для удаления жира основательно-
протерто спиртом. Первую выступившую каплю крови смывают. Для
каждого препарата нуяшо брать свежевыступившую каплю крови, стирая
остатки предыдущей.
1294. Негели (1931) рекомендует сделать перед взятием крови теплую-
ручную ванну—для получения активной гиперемии—и вытереть после этого-
палец досуха. Укол должен"быть таким, чтобы кровь сама вытекала. Следует
избегать всякого сжимания и сдавливания раны и прилегающих к ней мест,
так как выступающая в этом случае тканевая жидкость может изменить
состав капель крови. При тонких сравнительных исследованиях лучше всего-
брать кровь по утрам натощак.
1295. Предметные и покровные стекла должны быть тщательно
обезжирены (см. 97). Перед употреблением их натирают спиртом с эфиром и
проводят несколько раз над пламенем.
1296. У высших позвоночных (кролики, морские свинки и т. д.) бреют
й очищают ушную раковину и берут кровь уколом из ушной вены; если
сосуды выступают недостаточно отчетливо, то конец ушной раковины недолго-
натирают ваткой, смоченной толуолом, после чего сосуды быстро
расширяются. У маленьких животных, эмбрионов, личинок амфибий и т. д. делают
пункцию сердца тонким стеклянным капилляром-или же извлекают сердце,
зажимают пинцетом его основание^ срезают верхушку и выступающую кровь,
используют для мазка. У мышей и крыс кровь добывают, отрезая кусочек
хвоста или же прокалывая крупные вены конечностей, у рыб—срезая час!ъ-
плавника, у птиц—уколом гребня, шейной вены или крыла.
1297. О возможных источниках ошибок при взятии крови у
лабораторных животных (а они особенно велики при работе с мелкими животными,
мышами и крысами) см. Клинебёргер и Карл (1910 и 1927), Марлов (1919),.
Куль (1919), Фрич (1920), Флаум (1931) и Гаам (1931).
ИССЛЕДОВАНИЕ СВЕЖИХ ПРЕПАРАТОВ
Красные кровяные клетки .
. 1298. Красные» кровяные клетки, можно изучать непосредственно.
Покровным стеклом прикасаются к верхушке кровяной капли, накладывают
,его на предметное отекло и для предотвращения подсыхания кровяной
жидкости, окантовывают кисточкой, обмакнутой в-расплавленный парафин или.
воск. Если при этом действуют недостаточно :быстро)-\то наступают.

314
Глава XVIII
или менее значительные изменения формы (в виде плода дурмана, звездочки,
булавовидной формы). Электрический заряд, который получает предметное
-стекло при Чистке, также вызывает, по Бринкману и Ван-Даму (1910),
изменение красных кровяных клеток (превращение двояковогнутых форм
в шаровидные).
1299. При смешении нескольких капель крови с небольшим количеством
дестиллированной воды эритроциты сперва раздуваются, а затем отдают свое
красящее вещество (гемоглобин). При этом они бледнеют и все более и более
.ускользают от наблюдения (тени). Если теперь прибавить 5-процентный
раствор хлористого калия, то они сильно съеживаются и снова вбирают
гемоглобин. Не следует также забывать прибавить желчь того же животного,
так как при этом можно наблюдать непосредственное растворение
эритроцитов: они раздуваются и затем форменным образом взрываются. Сходно
действует гипотонический раствор хлористого или сернокислого натрия.
При прибавлении разбавленной ледяной уксусной кислоты (например,
-5-процентной) красные кровяные клетки в момент соприкосновения с
раствором сильно раздуваются, потом становятся несколько темнее, а затем
-быстро отдают краситель. Такое действие этих веществ используют при
подсчете белых кровяных клеток, так как эритроциты при этом становятся
невидимыми, в то время как белые кровяные клетки выступают отчетливее.
1300. Поверхностный слой эритроцитов непроницаем для раствора
хлористого натрия (поэтому он вызывает сморщивание), но вполне
проницаем для мочевины. Кроме того, эритроциты непроницаемы для солей натрия,
калия, бария, стронция и других солей, а также для декстрозы и инозита.
Они проницаемы для хлористого аммониц, уксуснокислого аммония,
щавелевокислого аммония, метилового и этилового спиртов, для глицерина,
^ацетамида, биурета и пиридина (Конштейн, 1896).
1301. Арнольд (1938) предложил метод, очень хорошо защищающий
кровяные клетки от высыхания и механического повреждения. Для этого кипятят
в дестиллированной воде и высушивают сердцевину бузины; затем нарезают
из нее на микротоме очень тонкие пластинки, которые стерилизуют и вновь
-сушат: Для исследования такую пластинку помещают на стерильное
покровное стекло, наносят на нее каплю крови и вместе с покровным стеклом
накладывают каплей вниз на окантованное вазелином предметное стекло с лункой.
Если желательно проследить влияние солевых растворов, красителей и т. ц.,
то пластинки бузины предварительно смачивают соответствующей жидкостью.
Пластинку бузины с кровью можно также фиксировать, заливать и т. д.
♦{получение сердцевины бузины см. 134).
1302. Лучшей индифферентной жидкостью для разбавления крови
в целях наблюдения является кровяная сыворотка того же животного.
Менее индифферентны жидкости, указанные в 118—124.
Жидкость Хейма (сулемы 0,5 а, хлористого натрия 1,0 а, сернокислого
натрия баи воды 200 см3) оказывает, без сомнения, фиксирующее действие.
1303. Суправиталъная окраска на высушенном слое красителя. Для
-окраски свежей капли крови Паппенгейм на поверхность хорошо вымытого
предметного стекла наносит стеклянной палочкой или шлифованным краем
другого предметного стекла тонкий слой водного раствора используемого
красителя (например, яркого крезилового синего, метиленового синего,
метилен-азура, далии, нейтрального красного и других) и дает ему хорошо
высохнуть.
Мак-Клунг советует для приготовления сухой пленки употреблять
^красители, растворенные на абсолютном спирте; поверхность предметного
-стекла покрывают раствором и дают спирту испариться. При этом важно,
'чтобы небольшая кислотность спирта не нарушала окраску живых клеток.
Поэтому спирт*до этого следует перегнать на извести.

Исследование крови
315
1304. Суправитальная окраска нейтральным красным—янусом зеленым
по Зееману (1930). Приготовляют два основных раствора: а) 0,2 г
нейтрального красного, 100 см* 96-градусного чистого спирта; б) 0,2 г януса зеленого,
100 см* 96-градусного сйирта. Для окраски смешивают 2 см* 96-градусного
-спирта, 1 см* раствора а и 0,2 см* раствора б. С помощью тонкой пипетки
помещают на слегка подогретое предметное стекло одну каплю смеси и
размазывают ее, как каплю крови, вторым (шлифованным) предметным стеклом;
затем высушивают. В зависимости от величины капли слой краски будет
тоньше или толще..После этого на подготовленное таким образом предметное
стекло накладывают покровное стекло со свежей каплей крови, взятой,
как описано в 1298; препарат окантовывают.
1305. Окраска ретикулоцитов по Сейфарзу (1927). Поверхность
тщательно вычищенного предметного стекла покрывают сперва, по 1303, слоем
1-процентного раствора яркого крезилового синего на абсолютном спирте.
Если тонкий серо-фиолетовый слой краски после высыхания оказывается
неровным по толщине, то на него можно подышать и тряпочкой растереть
тонким слоем. На подготовленное таким способом предметное стекло наносят
точно отмеренную каплю крови и, как при обыкновенном кровяном мазке,
размазывают с помощью покровного стекла. Влажный (!) еще мазок как
можно быстрее переносят в хорошо закрывающуюся чашку Петри,
обложенную влажной фильтровальной бумагой, примерно через 5 мин. (лучше 12—15)
извлекают и высушивают на воздухе. Сразу цосле этого можно исследовать.
Результат: эернисто-нитчатая субстанция четкая сине-фиолетовая.
После 12—24-часового высушивания на воздухе окрашенные мазки
можно еще 3—5 мин. фиксировать в метиловом спирте и затем 20—30 мйн.
подкрашивать раствором Гимза (1 капля на 1 см* воды).
1306. Холболл (1941) окрашивает следующим образом: а) приготовляют
{парафиновую чашечку из парафинированного часового стекла или же из
мягкой стеариновой массы, в которой кончиком пальца выдавливается
углубление; б) кровь натягивают в смеситель для лейкоцитов до метки 0,2 и
выдувают в парафиновую чашечку; в) таким же смесителем набирают до
метки 0,8 раствор яркого крезилового синего, приготовленный на
физиологическом растворе поваренной соли, и также выдувают в парафиновую
чашечку; г) кровь с красителем смешивают тонкой стеклянной палочкой
и сразу же помещают в чашку Петри, обложенную влажной фильтровальной
•бумагой на 30 мин.; д) снова осторожно смешивают и из нее на предметном
стекле делают обычный мазок; е) высушивают на воздухе и подсчитывают.
Если 1-процентный раствор яркого крезилового синего приготовляется
на 3,8-процентном растворе лимоннокислого натрия, то парафиновая чашечка
яе нужна.
Выявление ретикулоцитов на сухих
препаратах по Гиршфельду (1937), Ундритцу (1937): а)
высушенные на воздухе нефиксированные мазки окрашивают метиленовым синим
по Леффлеру (см. 182) 5 мин. (подливать осторожно и быстро); б)
споласкивают дестиллированной водой {продолжительно под слабой струей); в)
помещают на 5—30 мин. в генциановый фиолетовый на карболовой воде (см.
704); г) хорошо промывают в проточной воде, высушивают на. воздухе
и заключают в бальзам или кедровое масло. Ундритц предлагает полихро-
матофильные эритроциты, базофильно зернистые эритроциты, гранулофило-
циты, ретикулоциты, прижизненно гранулированные формы объединить под
названием юных эритроцитов или проэритроцитов.
1307. Для окраски жировых капель применяют аналогичным образом
•спиртовый раствор. судана III. Можно также пропитывать или опылять
красителем пластинки из сердцевины бузины, описанные в 1301.
Относительно окраски липоидов см. также 1381.

316 Глава XVIII
.1308: Для обнаружения краевых обручей эритроцитов амфибий (Sala-
mandra atra или S. maculosa) к свежей капле крови прибавляют немного
раствора: генцианового фиолетового или метилового фиолетового на
физиологическом растворе поваренной соли (0,25 г красителя растворяют в 100 см?
6,6-процентного раствора NaCl). . . .
Для фиксации суправитально окрашенных препаратов после, обработки
красителем покровное стекло осторожно снимают и помещают на 30г-^60 сек.
в пары осмиевой кислоты.
Белые кровяные клетки
1309. Изложенные вьйпе методы пригодны и для белых кровяных клеток.
Для наблюдения на теплокровных за их жизненными проявлениями,
например за./Амебоидным движением, нужен нагревательный предметный
столик иаи термостат для микроскопа (tu.-176)9 крорь же холоднокровных
моясно исследовать при комнатной температуре. При этом используют
предметные и покровные стекла из кварца или же покрывают поверхность
предметного стекла (по Деетиену) тонким слоем агар-агарового раствора (см>. 1310),
после чего наносят каплю крови, накладывают покровное стекло и
окантовывают воском.
,' ,' - 1310. Для приготовления агар-агарового раствора 1 а агар-агара в
порошке растворяют при кипячении в 100 см? воды, фильтруют в горячем виде
и к 100 см? фильтрата.прибавляют 0,6—0,9 г NaCl. Раствор, налитый в
стерильные пробирки, закрытые ватными пробками, может сохраняться в
[течение .Зг—;4 недель..Перед употреблением агар-агар разжижают,' ставя пробирки
в кипящую воду. ^
: 1311. Для получения белых кровяных клеток в спинной лимфатический
мешок лягушки вставляют стерильные листочки сердцевины бузины (см, 1301)
и рану зашивают. Через несколько часов они оказываются заполненными
лейкоцитами. Дальнейшая техника, как в 1301.
,:\ 1312. Габерландт (1918, 1919) впрыскивает в спинной лимфатический
мешок лягушки 0,5 см8 суспензии стерильного угольного порошка в растворе
рингера «средней плотности». Взятая,через 1—2 дня, еще светлая, лимфа
Содержит много лейкоцитов. В качестве искусственной питательной среды
употребляют 10-процентную желатину, приготовленную на растворе
Рингера. Прибавление агар-агара и пептона оказывает повреждающее действие,
прибавление же лягушечьей кровяной сыворотки влияет благоприятно.
Прижизненная окраска свежеприготовленным раствором нейтрального
красного 1 : .10 000 (в физиологическом растворе поваренной соли); Кроме
того, см. простой метод у Ван-Гервердена (1919).
. 1313. Чтобы увидеть тонкие протоплазматические отростки, приходится
работать с темнопольным освещением (особенно благоприятным объектом
для исследования являются клетки гемолимфы речного рака).
Кровяные пластинки
1314.' Кровяные пластцнки изменяются с исключительной леностью;
для их исследования на предварительно хорошо.очищенную кожу,.наносят
кдплю 1-процентной осмиевой кислоты и делают под каплей укол так, чтобы
кровь .смешалась с жидкостью до того, как.она придет в соприкоеновЬдие
с воздухом. Затем капдю снимают покровным стеклом и-т. д. •
1315-. Вместо осмиевой-кислоты можно также употребить
0х6тч0,9-процентный раствор поваренной соли, прибавив к нему немного Метилового
фиолетового (500 : 0,1), жидкость Хейма (см. 1298) или Д4-процентнда$гастврр
сернокислого магния. . г --:^ог..мг\<

Исследование крови
317
*
Для получения кровяных пластинок в массовом количестве предметное
стекло, по Бюркеру, окунают в расплавленный парафин, затем остужают
и дают стечь на него большой капле крови. После этого стекло помещают
в чашку Петри, обложенную влажной фильтровальной бумагой, и ставят
на 20—30 мин. в термостат (37°). При этом капля не свертывается, кровяные
клетки оседают на дно, а обладающие меньшим удельным весом кровяные
пластинки собираются наверху. Если к верхушке капли, дотронуться
покровным стеклом, то кровяные пластинки приклеются к нему в массовом
количестве.
1316. Метод Дегквитца (1920). На покрытое слоем парафина
предметное стекло помещают 2 капли фиксатора для кровяных пластинок (см. ниже),
а третью каплю наносят на вымытый кончик пальца. Затем сквозь каплю
делают укол.так, чтобы из ранки, только при легком надавливании,
выступила бы маленькая капля крови, которая при движении пальца сразу же
смешивается с фиксатором. Каплю сейчас же переносят на предметное стекло
и для быстрого смешивания слегка постукивают по краю стекла.
Из этой смеси берут иглой мельчайшую каплю, помещают на
обезжиренное предметное стекло и накрывают покровным стеклом (плавающий
препарат). При исследовании под иммерсией видны поблескивающие
зеленоватом цветом пластинки в виде тонких резко очерченных дисков.
Фиксатор для кровяных пластинок состоит из: воды 100 см3, NaP08
{монофосфат натрия) 0,4 г; NaCl 0,4 г, 40-процентного формалина 3 см3.
Хранить в коричневой капельнице.
Для окраски сначала поступают, как указано выше, а затем к 3 каплям
смеси фиксатора с кровью прибавляют 3 капли раствора, содержащего на
100 см3 воды 1 г NaCl, 0,3 г Na3P04 (трифосфат натрия) и 3 см3 40-процентного
формалина.-В 6 каплях размешивают несколько зернышек яркого
крезилового синего до появления отчетливой "синей окраски. Тогда из смеси берут
иглой одну капельку, накрывают ее покровным стеклом и рассматривают
под иммерсией. Результат: гомогенное основное вещество пластинок
слабо окрашено в сине-зеленый цвет, в нем видны мелкие синие гранулы;
внутреннее тельце или ядро.не обнаруживается. Величина пластинок у
человека 2—3 |д, реже до 5 |х (о подсчете кровяных пластинок см. 1450).
МАЗКИ ' . " '
Приготовление мазков
1317. Необходимым условием для изготовления хороших кровяных
мазков является употребление тщательно вымытых, обезжиренных
предметных стекол, которые хранят про запас в спирт—эфире и т. п. и перед
использованием вытирают чистой льняной тряпочкой (см. также 97). Следует
всячески избегать прикосновения пальцев к поверхности, служащей для мазка.
1318. Для приготовления препарата на покровном стекле употребляют
квадратные покровные стекла с длиной краев 20 или 22 мм. Серединой
покровного стекла снимают капельку крови величиной с маленькую
булавочную головку и на это стекло наискосок (рис. 19) накладывают второе
покровное стекло так,, чтобы кровяные клетки в силу капиллярности
равномерно распределились бы между обоими покровными стеклами.Сразу после
этого, избегая какого-либо надавливания, одним легким движением в
сторону их разнимают вновь. При этом стекла захватывают кончиками
пальцев за углы, зачерненные на рис. 19.
1319. При приготовлении мазка к кровяной капле размером с чечевичное
зерно прикасаются предметным стеклом в месте, показанном на рис. 20
штриховкой. Предметным стеклом а при этом мояшо только касаться верхушки

Глава XVI11
кровяной капли, не надавливая на кожу. Сразу после взятия крови
касаются капли вторым поставленным наклонно предметным стеклом б, капле
дают распространиться вдоль его края, а затем двигают предметное стекло б
в наклонном положении по предметному стеклу а в направлении стрелки
(не в обратном 1). Таким способом капля крови распределяется по
предметному стеклу ровным тонким слоем. Чем острее угол а, тем тоньше мазок.
(Лучше всего, когда предметное стекло б, служащее для продвижения капли,
имеет шлифованные края; это, однако, необязательно.) После изготовления
мазка его по возможности быстро высушивают, помахивая им на воздухе.
о
Рис. 20. Приготовление мазка крови на
предметном стекле. .
а—предметное стекло, на которое нанесена капля
крови; б—'предметное стекло, которым капля
крови размазывается по стеклу а; л—угол между
стеклами а и б (стрелка показывает направление
движения стекла б).
1320. Чтобы край кровяного мазка не совпадал с краем предметного
стекла, целесообразно сузить предметное стекло б, обрезав один его угол,
иди вместо него употреблять большое покровное стекло шириной 20—22 мм,
1321. Не следует размазывать кровяную каплю ни слишком быстро,
ни слишком медленно. Бели работают слишком медленно, то эритроциты
вследствие испарения воды приобретают форму.плодов дурмана. При
слишком торопливой работе мазок получается неровным. То же происходит,
если размазывающее предметное стекло держать слишком отлого так, что
угол а (см. рис. 20) становится слишком острым. Оптимальная скорость
движения быстро выясняется после нескольких пробных препаратов.
1322. В хорошем мазке кровяные клетки должны распределяться
по плоскости стекла тончайшим слоем и, по возможности, изолированно
друг от друга. Налегание, кровяных клеток друг на друга и взаимное их
склеивание зависит большей частью от слишком большой ведичины взятой
капли крови. Раздавленные и деформированные кровяные клетки указывают
на неправильное движение размазывающего стекла; формы в виде плодов
дурмана и другие появляются при слишком медленном высушивании.
Неравномерное распределение кровяных клеток может зависеть также от следов
жира на предметном стекле иди от электрического заряда (вследствие трения
при чистке!). Во избежание этого предметное стекло после чистки проводят
несколько раз через пламя и охлаждают.
1323. Для известных целей (например, для выявления паразитов
при слабой инфекции) служат так называемые «препараты толстых капель»;
по Россу. Для приготовления таких препаратов лучше всего нанести на
чистое предметное стекло большую каплю крови л, наклоняя стекло
короткими движениями, дать ей растечься до размеров копейки, то же можно
сделать стеклянной иглой. Важно быстро высушить препарат, для этого
лучше всего его поместить на 1—2 часа в термостат (37°). См. Шиллинг,
1920, 1933; а также 1365.
Рис. 19. Приготовление
мазка крови на покровном
стекле (стрелка показывает
направление движения).

Исследование крови
319>
1324. Харвэрс сразу смешивает каплю кровли с каплей 2-процентного-
раствора лимоннокислого натрия и стеклянной палочкой размазывает ее
приблизительно до размеров двухкопеечной монеты. Благодаря этому капля
лучше пристает и оказывается более прозрачной.
Фиксация мазков
ФИКСАЦИЯ ВЫСУШЕННЫХ НА ВОЗДУХЕ МАЗКОВ
1325. Высушенные на воздухе мазки лучше всего (особенно для окраски
по Гимза) поместить на 5—10 мин. в чистый, безводный метиловый спирт,
затем извлечь их пинцетом и поодиночке поставить в' наклонном положении
на фильтровальную бумагу для просушки. Для метилового спирта наиболее
пригодны стаканчики для окраски, снабженные притертыми крышками
(см. рис. 13). В других случаях метиловый спирт сразу после употребления
сливают обратно в склянку с притертой пробкой. Для препаратов по Май—
Грюнвальду фиксация не нужна, так как она обеспечивается метиловым
спиртом, содержащимся в краске.
1320.. Метиловый спирт (метанол) должен быть безводным и лишенным
примесей, особенно ацетона. JTytoie всего пользоваться метанолом для
анализа.
Чтобы испытывать метиловый спирт неизвестного качества на ацетон,
его сильно разбавляют водой и прибавляют несколько капель
свежеприготовленного раствора нитропрусеида натрия; при наличии ацетона появляется
красная окраска, усиливающаяся от добавления ледяной уксусной кислоты.
Для обезвоживания метилового спирта, содержащего воду, его
настаивают на СаО (не на медном купоросе) и затем перегоняют.
1327. Вместо метилового спирта можно фиксировать, правда менее
надежно, и в абсолютном спирте или в смеси равных частей абсолютного*
спирта и эфира (30 мин. или дольше). По Никифорову, последний метод
заменяет и фиксацию нагреванием. Менее рекомендуется ацетон (5 мин.). После
этих фиксаций мазки вновь высушивают на воздухе.
1328. Для некоторых окрасок (особенно для окраски триацидом) мазки
фиксируют нагреванием (Эрлих). Для этого медную пластинку нагревают
над пламенем горелки Бунзена настолько, чтобы попавшая на нее капля
воды давала феномен Лейденфроста (каталась в разные стороны в виде
шарика). На это место кладут высушенное на воздухе покровное стекло, мазком:
книзу, на 5—30 сек. (обычно достаточно 7—10 сек.).
Длительность воздействия имеет большое влияние на качество окраски
(при этом часто дело идет лишь "о секундах). При слишком длительном
действии нагревания гранулы приобретают зубчатый вид.
1329. Для фиксации клеток крови низших .позвоночных животных
Верцберг рекомендует следующий метод^
Высушенные на воздухе мазки фиксируют на следующий день 1—2 мин.
в парах смеси: 3 см3 йодной настойки, 1 см3 формалина и 10 капель смеси
2-процентного раствора осмиевой кислоты и ледяной уксусной кислоты (1:1)-
Окраска еще через день. Если окрашивать слишком рано, то происходит
инверсия* окраски. Для выявления очень нежных элементов, например
йеретенчатых клеток, мазки фиксируют, пока они еще влажные.
ФИКСАЦИЯ ВЛАЖНОГО МАЗКА
При изложенных ниже методах мазки фиксируют в еще влажном
состоянии, т. е. до подсыхания на воздухе.
1330. Хорошие результаты дает действие паров осмия по Вейденрейху;
при этом особенно хорошо фиксируются кровяные пластинки. Чистые

320 Глава. XVIII
предметные стекла помещают на 1—2 мин. надстекляннойчашкой,
содержащей- 5 см3 1-процентной осмиевой, кислоты и 8—10 капель ледяной уксусной
кислоты. Вое вместе покрывается стеклянным колпаком. Затем на обработан-:
ной стороне предметного стекла размазывают свежую каплю крови ц стекло,
с еще влажным мазком вновь подвергают действию паров, но не дольше 1 мин.
(более длительное воздействие нарушает способность к окраске). После этого
его 5 раз проводят через пламя. Перед окраской препарат ставят на 1 мин.
в светлокрасный раствор перманганата калия, промывают и окрашивают
(особенно хорошо раствором Гимза, см. 1$57).
1331. Парами можно действовать и в стеклянной трубке с притертрй
пробкой, на дно которой вкладывают слегка смоченную жидкостью
стеклянную вату.
1332. Вместо паров осмия можно также фиксировать парами формалина,
что следует особенно рекомендовать для крови амфибий (Вейденрейх).
1333. Чтобы хорошо сохранить форму белых кровяных клеток, которая
на обычных мазках очень часто оказывается нарушенной, рекомендуется
следующий метод Вейденрейха. Сначала наливают на положенную
горизонтально стеклянную пластинку не слишком тонкий слой раствора агара,
приготовленного, по 1310, и разжиженного в кипящей воде. После застывания
(не высушивать!) вырезают четырехугольные пластиночки; по размеру они
должны быть меньше используемых в дальнейшем покровных стекол. Затем
несколько таких агаровых пластиночек помещают на стеклянную пластинку
на некотором рарстоянии друг от друга. После этого тщательно вымытым
и проведенным через пламя покровным стеклом захватывают небольшую каплю
крови и кладут его, не надавливая и не сдвигая, на агаровую пластинку.
Если желательно изучать движение лейкоцитов, стеклянную пластинку
помещают в термостат (37°). Через 5—10 мин. подпускают сбоку, не прикасаясь
к покровному стеклу, несколько капель 1-процентной осмиевой кислоты
так, чтобы она целиком заполнила свободные края между стеклом и: агаром.
Приблизительно через 5 мин. покровное стекло снимают с агара,
ополаскивают водой и окрашивают приставший к нему слой крови (лучше всего по
Гимза)?
1334. При окраске мазков, фикрированных во влажном состоянии, часто
получается иной тон окраски, чем при типичной предварительной обработке
мазков, высушенных на воздухе.
1335. Для приготовления мазков из ирганов проводят краем предметного
стекла по поверхности разреза соответствующего органа и из полученного
таким путем сока приготовляют мазок, по 1319; можно также получить мазок,
несколько раз прикасаясь предметным стеклом к свежей поверхности разреза
органа. Еще влажный препарат сразу помещают на короткий срок (около
10 мин.) в фиксирующую жидкость Гелли или Максимова (жидкость
Ценкеря 100 см3 и формалин 5 или 10 см3). Затем промывают в проточной воде
(около 1 часа), 70- и 90-градусный спирты по 10 мин.; далее через
70-градусный спирт снова переносят в дестиллированную воду и окрашивают без
предварительного высушивания. (Удалять сулему и. иод можно по 327 и 328.)
Окраска мазков
Из приведенных ниже методов практически наиболее важны окраска.
по Май-Грюнвальду (или по Иеннеру), по Гимза и, особенно, комбинация
обеих окрасок по Паппенгейму.
ОБЩИЕ ЗАМЕЧАНИЯ ПО ПРОВЕДЕНИКГОКРАСОК
1336. Для получения безупречных результатов при указанных ниже
окрасках, особенно при окраске азуром, непременным условием является

Исследование крови
321
педантично чистая работа. : Все применяемые стеклянные инструменты
должны быть тщательно вычищены и свободны от следов кислоты и щелочи.
Употреблять следует только хорошее стекло, а не обычное щелочное.
1337. Чрезвычайно большое значение для получения удачной окраски
крови имеет реакция используемой для растворения красителей и для
промывки дестиллированной воды. Как указал уже Гимза, она должна быть
близка к нейтральной точке. Выполнение всех этих требований особенно
существенно при всех методах с азуром.
1338. Частым источником неудачи при окраске азуром, если исключено
загрязнение нечистым стеклом, пипетками и т. д., оказывается слишком
высокое содержание углекислоты в дестиллированной воде (Гимза). В этоы
случае не помогает и многократная дестилляция, так как углекислота
переходит в дестиллят. Для ее удаления необходимую на данный день порцию
дестиллированной воды энергично кипятят 5—10 мин. в поставленной на
проволочную сетку открытой плоскодонной колбе'пз пенского стекла. После
охлаждения колбу закрывают хорошо пригнанной резиновой пробкой.
1339. Для испытания дестиллированной воды по Гимза прибавляют
к 10. са& воды 3—4 капли гематоксилинового раствора, который каждый раз
приготовляют заново, растворяя несколько зернышек гематоксилина в
абсолютном спирте. Через несколько минут вода должна обнаружить все более
усиливающуюся красную окраску. Если проба остается бесцветной, то к
запасу воды прибавляют каплями 0,1-процентный раствор углекислого натрия
до тех пор, пока в новой порции воды гематоксилиновая проба не будет
давать положительный результат в течение 1—3 мин. (но не раньше!).
Испытание воды можно также производить, устанавливая концентрацию
водородных ионов индикаторами или приближенно определяя ее при помощи
колориметра Вульфа. Для гематологических целей оптимум лежит около
pH 6,8.
1340. Ряд авторов советует стабилизировать концентрацию водородных
ионов на подходящем уровне/ путем прибавления буферных смесей и этим
исключить «водную ошибку». Указания на оптимальную концентрацию
водородных ионов и надлежащую степень буферности уклоняются, правда,
довольно значительно друг от друга. Это частично зависит от того, что опти
мум не для всех объектов одинаков. Как известно, окраска по Гимза
употребляется не только для гематологических целей, но и для окрашивания
кровяных й тканевых паразитов. Мак-Клунг для всей кровяной техники и для
разбавления растворов красителей рекомендует вместо дестиллированной
воды буферную смесь Гадена, приведенную в 1341. По Гимза (1934), для
окраски простейших весьма пригоден буфер по Вейзе (см. 1344).
1341. По Гадену (1923), дестиллированная вода должна быть слабокислой
(pH 6,0—6,6). Рекомендуемый им буферный раствор содержит: одноосноввгого
фосфата калия, по Зёренсену, 6,63 г, вторичного фосфата натрия, по Зёрен-
сену, 2,56 г, дестиллированной воды 1 л (pH раствора ,6,4).
1342. Коллье (1924) приготовляет х/5 М фосфатную смесь, смешивая
1 М (3 н.) фосфорной кислоты 20,0 см3, 1 н. едкого натрия 33,6 см3,
дестиллированной воды 46,4 см3. Этот буферный раствор устойчив и
перед употреблением его разводят в 10 раз дестиллированной водой.
pH готовой воды 7,1.
1343. Балинт (1926) для забуферивания дестиллированной воды
употребляет зёренсеновские 1/15 М растворы первичного фосфата калия и вторичного
фосфата натрия. Смешивают 4 части первичного фосфатного раствора и 6
частей вторичного и разбавляют 10—20-кратным количеством
дестиллированной воды. pH готовой воды 6,98.
Для приготовления г/15 М раствора первичного фосфата калия ровно
9,078 г соли (КН2Р04, по Зёренсену) помещают в мерную колбу на 1 л и
21 Б. Ромейс

322
Глава XVIII
дополняют дестиллированной водой до 1 л при температуре, указанной на
колбе (обычно 18 или 20°). Для получения 1/1б М раствора вторичного
фосфата натрия таким же образом растворяют 11,876 г вторичного фосфата
натрия (Na2HP04+2H20, по Зеренсену).
1344. Вейзе(1933)к0,49г фосфата калия, по Зеренсену, и 1,14 г фосфата
натрия, по Зеренсену, приливает прокипяченной дестиллированной воды до
1 л. Забуференную воду хранят в склянке с пробкой, имеющей два
просверленных отверстия. В одно отверстие вставляют трубку с натронной известью
для предохранения от углекислоты воздуха, в другое—вводят сифонную
трубку с зажимом. Вода при этом остается пригодной в течение
нескольких недель; pH 7,2.
1345. Моммзен (1926) для специальных целей (см. 1362) забуферивает
воду, добавляя к 6,7 см8 1 М (3 н.) фосфорной кислоты и 10,0 см8 1 н. едкого
натрия дестиллированной воды до 1 л (pH раствора 5*4).
Раствор сохраняется в течение 2—3 месяцев.
1346. Для окраски мазков крови на предметных стеклах последние
обычно кладут горизонтально в чашку Петри на две стеклянные палочки
и покрывают раствором краски слоем 1—2 мм, причем тщательно избегают
стенания жидкости через край предметного стекла. На предметное стекло
наносят максимально 30—40 капель жидкости, на покровное (22 мм) 8—10
капель. При слишком малом количестве жидкости легко образуются осадки.
Заключение в чашку Петри необходимо для предохранеция от испарения и
наступающего при этом выпадения красителей. Весьма целесообразны также
«ванночки для окрдски по Гимза», рассчитанные на одно предметное стекло.
1347. Для одновременной окраски большого числа препаратов можно
рекомендовать кювету для окраски по М. Майеру.
1348. При употреблении красящих растворов, склонных к
образованию осадков, может оказаться целесообразным окрашивать препарат мазком
книзу. Для этого препараты на покровных стеклах пускают плавать на
поверхности жидкости или же кладут в часовое стеклышко или чашечку для
блоков мазком книзу и подливают раствор краски до того уровня, когда
окажется смоченной нижняя поверхность покровного стеклышка. Для
окраски мазков на предметных стеклах на чистое дно чашки Петри кладут
две половинки разломанного предметного стекла и на них помещают
препарат мазком книзу. Затем пространство между обеими стеклянными
подпорками заполняют красящим раствором, подводя его сбоку пипеткой.
1349. Для отмеривания жидкостей при разведении растворов
красителей лучше всего пользоваться градуированными пипетками на 1 см8 с
делениями на 0,01. Так как размер капли меняется в зависимости от величины
отверстия, через которое вытекает жидкость, то целесообразнее вместо
числа капель брать точно отмеренное количество, причем 10 капель нужно
считать равными 0,3 см8. Совершенно непригоден часто применяемый, но
очень неточный и неопрятный способ, при котором раствор наливают прямо
из склянки..
Применять капельницы (см. 623) для раствора Гимза и других не очень
рекомендуется, так как из-за летучести растворителя в капельной трубочке
легко появляется осадок красителя.
1350. Пипетки сразу после употребления должны быть несколько раз
промыты дестиллированной водой, 96-градусным спиртом и снова
дестиллированной водой. После этого их ставят для просушки остриями вверх в
стеклянный цилиндр с ватой. Если раствор краски отмерен в измерительном
цилиндре, то для его разбавления не следует доливать дестиллированную воду
в тот же цилиндр. Лучше отмерить нужные количества компонентов в разных
цилиндрах, а затем смешать их в отдельном сосуде. Для этого лучше всего
использовать химический стакан с носиком размером приблизительно

Исследование крови
32?
на ~~: v?3 пли стаканчик для окраски диаметром 2,5—3 см (но ни в коем
:.~учае не узкие пробирки!). Раствор быстро капают в дестиллированную
з:лу п быстро (5—8 раз) побалтывают до полного перемешивания обеих
жидкостей, но не дольше, так как при медленном смешении краситель легко
образует осадок.
1351. После окраски мазок споласкивают забуференной или
дестиллированной водой -(лучше всего сильной струей из промывалки) и обсушивают
фильтровальной бумагой. Уже через несколько минут высохший на воздухе
мазок можно прямо покрыть каплей иммерсионного масла и исследовать.
После окончания исследования масло смывают мягкой льняной тряпочкой,
смоченной хлороформом.
Если желательно заключить мазок под покровное стекло, то
высушенный на воздухе мазок лучше прямо покрыть иммерсионным или
парафиновым маслом. Вместо канадского бальзама лучше пользоваться цедаксом;
канадский бальзам должен быть, во всяком случае, нейтрализован, так как
иначе окраска быстро выцветает. В общем же незаключенные кровяные
мазки сохраняются лучше.
СПЕЦИАЛЬНЫЕ МЕТОДЫ
1352. Окраска по Май—Грюнвалъду (1902) или поИеннеру эозинов скислым
метиленовым синим: а) для фиксации на свежеприготовленный высушенный
на воздухе мазок наносят каплями неразведенный раствор краски, 3—5 миц.
(не дольше!!); б) нанесенный раствор краски разбавляют равным
количеством дестиллированной воды, 5—10 мин. Только в этом растворе происходит
настоящее окрашивание; в нем препарат должен приобрести красноватый
тон; в) сливают раствор, погружают на очень короткий срок в
дестиллированную воду и обсушивают между листками фильтровальной бумаги.
Результат: ядра синие, эозинофильные (а) гранулы яркого кир-
пично-красного цвета, базофильные (f) гранулы темносиние, нейтрофильные
(г) гранулы с мелкими зернышками от светлокрасного до пурпурно-красного
тона. Кровяные пластинки бледносиние; эритроциты светлокрасные.
Окраска удается лучше на совсем свежих мазках. Более старые мазки
фиксируют около 0,5 часа метиловым спиртом или несколько часов спирт—
эфиром. Важно употреблять нейтральную дестиллированную воду.
Количество раствора краски, наносимого на мазок, не должно быть
слишком малым, иначе, содержащийся в растворе метиловый спирт быстро
испаряется,1 отчего при прибавлении дестиллированной воды появляется
осадок краски. Действие концентрированного раствора краски не должно
превышать 3—5 мин., иначе при слишком длительном действии
концентрированного метилового спирта страдает способность к окрашиванию.
Этот &етод прекрасно выявляет гранулы в гранулоцитах, ядра же и
цитоплазма окрашиваются неполно.
1353. Приготовление красящего раствора. 1 г эозина и 1 г медицинского
метиленового-синего растворяют в 1 л дестиллированной воды. При
соединении обоих растворов образуется темноокрашенный осадок, которому
дают отстояться в течение нескольких дней, после чего отстой отсасывают.
Осадок промывают холодной дестиллированной водой до тех пор, пока
фильтрат не будет оставаться бесцветным, и высушивают. Для окрашивания
приготовляют насыщенный раствор красителя в совершенно чистом
метиловом спирте.
1354. Проще доставать готовый краситель в растворе или в сухом виде.
В последнем случае 0,25 г красителя растворяют в 100 г совершенно чистого
метилового спирта при легком нагревании на водяной бане (60°). После
охлаждения фильтруют через сухой фильтр и хранят в хорошо
закрывающемся сосуде.
21*

324
Глава XVIII
1355. Красители Май—Грюнвальда, Иеннера, Лейшмана несколько
отличаются по способу получения эозинокислого метиленового синего;
в отношении результата окраски они весьма сходны.
1356. Ассман (-1906) модифицирует окраску следующим образом: а)
предметное стекло со свежеприготовленным нефиксированным мазком помещают
в чашку Петри; на мазок наносят 40 капель (1 см3) раствора красителя.
Продолжительность окраски 3 мин.; б) обливают 20 см8 дестиллированной воды,
прибавляют (побалтывая) 5 капель раствора углекислого калия (поташ)
1 : 1000 и, двигая чашкой, добиваются равномерного смешения; в)
окрашивают 5 мин.; г) обсушивают фильтровальной бумагой без ополаскивания.
1357. Окраска.по Гимза {Романовский): а) свежие, высушенные на
воздухе препараты фиксируют в метиловом спирте 5—10 мин. или же в
абсолютном спирте или спирт—эфире 30 мин. или дольше (см. 1325); б) предметные
стекла обсушивают-и помещают (мазком вверх) горизонтально в чашку Петри
на параллельные стеклянные палочки (см. 1346); в) разбавляют раствор
краски (см. .735<?) и сразу же наливают его намазки, окрашивают 35—45 мин.;
г) стряхивают раствор красителя, основательно опрыскивают кипяченой
или забуференной дестиллированной водой, обсушивают и оставляют
высыхать на воздухе (не следует высушивать нагреванием, так как при этом
разрушаются азуровые гранулы); д) можно заключить в кедровое, парафиновое
масло или цедакс (см. 1351). Результат: ядра красно-фиолетовые;
эозинофильные гранулы красновато-красно-коричневые, редко столь же
красивые и яркие, как при окраске по Май—Грюнвальду; базофильные
гранулы синие; нейтрофильные гранулы красно-фиолетовые; протоплазма
лимфоцитов синяя, иногда с тонкими пурпурно-красными азуровыми
зернышками; эритроциты бледнокрасные; кровяные пластинки синие, с фиолетово-
красным внутренним телом; ядра кровяных паразитов и простейших ярко-
красщле.
После окраски возможна дифференцировка окраски путем помещения
препаратов на короткий или долгий срок в непрокипяченную, а
следовательно, содержащую углекислоту дестиллированную воду.
При этом большей частью несколько перекрашенные эозинофильные
клетки принимают красивый чисто красный цвет.
1358. Разбавление раствора красок производят таким образом, что
в химический стакан с носиком, емкостью 50 сж3, отмеривают 10 см3
прокипяченной или забуференной дестиллированной воды; приливают из
градуированной пипетки (см. 1349) каплями 0,3 см3 основного раствора Гимза и слегка
покачивают (не встряхивать! см. 1350). Если краситель сразу после
разбавления выпадает, то раствор к употреблению не годен, так как его
окрашивающая способность в связи с этим теряется. Причину нужно искать в плохом
качестве дестиллированной воды, в нечистой стеклянной посуде или в
слишком старом, испорченном основном растворе.
Через 45 мин. достигается максимум окраски; к этому времени из
раствора, ставшего сильно пересыщенным, большая часть азур—эозина уже
осадилась, и окраска, даже при длительном воздействии смеси, уже не
усиливается. Если желательно получить особенно интенсивную окраску, то
через 45 мин., по Гимза, наклоняя предметное стекло, сливают смесь и сразу
заменяют ее (не высушивая и не ополаскивая стекло водой)
свежеприготовленной новой смесью, которой окрашивают еще в течение 30—45 мин.
Об окраске паразитирующих в крови простейших на старых сухих
мазках см. Гимза (1935).
1359. Раствор Гимза содержит метилен-азур, метиленовый фиолетовый,
метиленовый синий и эозин. Можно доставать и сухую смесь красителей
в капсулах. Для растворения содержимое капсулы, рассчитанное на
приготовление 100 а основного раствора, всыпают в чистую колбу из иенского

Исследование крови
325
стекла, содержащую 50 г (!) метилового спирта (чистейший, лишенный
алсгона!) и 50 г (!) глицерина (чистейший); затем колбу подогревают в водя-
е>и бане (или в термостате) при 60°, часто покачивая. Остудив, фильтруют
через сухой фильтр в чистую сухую круглую колбу из иенского стекла и плотна
закрывают резиновой пробкой.
Приготовляют также капсулы на 50 и 25 г основного раствора. Их
растворяют в соответственно меньших количествах жидкости.
Глицерин должен иметь уд. вес 1,26 и содержать лишь 1,5% воды. Осцов-
ной раствор нужно очень хорошо закрывать, так как и испарецие метилового
спирта и восприятие воды глицерином приводят к выпадению красителя*
Герметически закрытый раствор сохраняется неограниченно долго.
1360. При правильно проведенной окраске хроматин ядер должен иметь
красно-фиолетовый цвет. Надлежащий эффект окраски наступает при pH
6,8—7,0. Присутствие свободной кислоты изменяет, по Гимза(1924), окраску
азурофильных элементов. Ядра приобретают слабый более или менее
синеватый тон; эритроциты же, нормально окрашивающиеся лишь в слабый
красноватый цвет, становятся интенсивно красными. Окрашенный таким
образом мазок макроскопически кажется интенсивно красным, тогда как
при правильной окраске он должен иметь вид нежного
красновато-фиолетового налета. Если красящая смесь содержит свободную или углекислую
щелочь, то окраска смещается в ущерб эозинофильным элементам. Эритроциты
принимают тогда синеватый цвет; макроскопически мазок выглядит сине-
фиолетовым (см. также 1341).
1361. Результат окраски по Гимза обнаруживает большие различия
в зависимости от концентрации водородных ионов. Как установил Моммзен
(1926), при pH 4,5 окрашиваются лишь эозинофильные гранулы в яркокрас-
ный цвет; начиная с pH 6,5 они приобретают все усиливающийся фиолетовый
оттенок. Нейтрофильные гранулы здорового человека при pH 5,4
неразличимы; в очень кислой области они окрашиваются в красный цвет и
отличаются от эозинофильных лишь по форме. При pH 6,0—7,0
нейтрофильные гранулы кажутся темнофиолетовыми зернышками; начиная с pH 7,5
они становятся менее отчетливыми. Ядра начинают окрашиваться с pH 5,0,
а начиная с pH 7,5 в ядрах лимфоцитов наряду с перекрашенными
местами появляются посветления в виде облачков; при pH 8,0 они еще
больше увеличиваются и распространяются также на нейтрофилов.
1362. При патологических условиях, например при инфекционных
заболеваниях, в цитоплазме некоторых нейтрофилов при pH 5,4 наблюдаются
еше нежные или несколько более грубые черно-синие точечки (так
называемая токсическая пли патологическая зернистость). Моммзен считает эти
изменения гранул тончайшим индикатором для диагносцирования
болезненно измененной клетки. Для объективного обнаружения и подсчета
этой «патологической грануляции> служит окраска по Гимза с буферным
раствором Моммзена, имеющим pH 5,4.
Методика: а) фиксация тонкого высушенного на воздухе мазка*
в метиловом спирте, 4 мин.; б) окрарка в 3 каплях раствора Гимза с 1 см9
буферного раствора, по 1345, 30—60 мин.; в) энергичное споласкивание
буферным раствором; подсушивание.
1363. Метод быстрой-окраски по Гимза (1914). Фиксацию производят
несколько модифицированным раствором красителя; его приготовляют
в небольшом количестве, непосредственно перед употреблением смешивая
в капельнице равные части оригинального раствора Гимза (см. 1359) и
совершенно чистого метилового спирта.
М е т о д и к а.\а) предметное стекло с очень тонким мазком,
высушенным на воздухе, кладут горизонтально слоем кверху в сухую ванночку для
окраски по Гимза (см. 1346), причем стекло не должно прикасаться к боковым

326
Глава XVIII
стенкам; б) поливают каплями раствор красителя, покрывая им препарат
полностью (10—.12 капель), но избегая переливать через край предметного
стекла. Продолжительность окраски 30—60 сек.; в) доливают 10—12 см3
кипяченой дестиллированной воды так, чтобы все предметное стекло было
погружено в жидкость. Покачивая ванночку, хорошо смешивают обе
жидкости. Продолжительность окраски 10 мин. или дольше; г) раствор
красителя сливают, стекло ополаскивают и высушивают.
1364. Нери (1930) смешивает 1 часть раствора Гимза с 4 частями метанола.
Преимущество этого метода в том, что потребляется меньше красителя и не
требуется никакой ванночки для окраски. Нефиксированный мазок кладут
на две параллельные стеклянные палочки, каплями наливают краску и через
1 мин. прибавляют около 10 капель кипяченой дестиллированной воды. Через
5 мин. споласкивают и высушивают.
1365. Препараты с «толстыми каплями>, по 1323, высушивают без
предварительной фиксации и 45 мин. окрашивают красящим раствором,
разведенным по 1358; затем краску сливают и препарат осторожно погружают в
стакан с соответствующей дестиллированной водой (не опрыскивать, так как
слой легко всплывает!). После этого предметные стекла ставят на подкладку
из фильтровальной бумаги и высушивают на воздухе без дальнейшего
прикосновения к слою. Исследуют под кедровым маслом.
На хорошо удавшихся препаратах нормальные эритроциты благодаря
гемолизу почти бесцветны, поэтому препарат просматривается на всю
глубину. Наоборот, паразиты, ядросодержащие полихромные эритроциты,
эозинофильные клетки и т. п. окрашены сильно, а поэтому обнаруживаются
с помощью этого метода уже при небольших количествах.
1366. Об окраске азур—эозином см. 1396. Изложение истории развития
окраски по Романовскому—Гимза см. у Гимза (1934).
1367. Превосходные результаты дает, рекомендуемая Паппенгеймом
(1912а) комбинация методов Май—Грюнвальда 'и Гимза (паноптическая
окраска): а) свежие высушенные на воздухе мазки покрывают на 3 мин. для
фиксации слоем раствора Май—Грюнвальда (20—30 капель); б) прибавляют
такое же количество дестиллированной воды, 1 мин.; в) сливают, но не смы-
Х^вают разбавленный р&створ, прибавляют разведенный раствор Гимза (10
капель или 0,26 сж^дёсталййрованной воды). Окрашивают 15—20 мин.; г)
основательно споласкивают в дестиллированной воде, обсушивают между
фильтровальной бумагой; д) можно заключить в кедровое, парафиновое масло
или в цедакс. Результат: ядра красновато-фиолетовые, цитоплазма
лимфоидных клеток светлосиняя; лимфоидная азуровая зернистость ярко-
пурпурно-красная, миэлоидная азуровая зернистость фиолетовая с
коричнево-фиолетовым оттенком; нейтральная зернистость коричневатая до
синевато-розовой; эозинофильная коричневато-оранжевая до кирпично-красной;
зернистость тучных клеток ультрамариновая с фиолетовым оттенком.
Эритроциты розовые; полихромные формы эритроцитов преимущественно
синеватые; базофильная точечность эритроцитов интенсивного кобальтово-
синего цвета; тельца Жолли красновато-фиолетовые.
1368. Балинт (1926) фиксируем мазки,' высушенные на воздухе в растворе
Ценкера (5 мин.), разбавляя его равным количеством своего буфера (см. 1343).
Через 10 мин. промывает в буферном растворе и окрашивает раствором Гимза
(1 капля оригинального раствора на 1 см3 буфера), 25 мин. Затем промывает
в буферном растворе и обсушивает фильтровальной бумагой.
Моммзен фиксирует мазки (3 мин.) и окрашивает (4. мин.) раствором
Май—Грюнвальда обычным способом (см. 1352), затем сливает этот
краситель и докрашивает раствором Гимза (1 капля оригинального раствора на
1 см3 буферного раствора), 5—10 мин. (см. 1345). Споласкивает
дестиллированной водой. Обсушивает фильтровальной бумагой.

Исследование крови
327
1369. Другой рекомендуемый Паппенгеймом (1911) метод, называемый
ланхромной окраской, сходен с окраской, приведенной в 1367. Единственное
•тлпчпе состоит в том, что вместо разбавленного раствора Гимзы
окрашивают 15 мин. в разбавленном панхромном растворе (15 капель или 0,3 см3
основного раствора на 10 см3 дестиллированной воды). Об окраске срезов
паноптической смесью и панхромом см. 1405. О составе панхромного
раствора см. 1406.
1370. Очень хорошие результаты дает также окраска по Кардос—Пап-
пенгейму; фиксация и промывка, как в 1367, затем раствор краски сливают
п окрашивают смесью Кардоса (приготовление см. 1371), 15 мин. Быстро
ополаскивают водой, высушивают и заключают. Результат: окраска дает
отличную дифференцировку между тучными клетками, эозинофилами,
лимфоцитами и различными соединительнотканными элементами. Ядра
фиолетовые. Азуровая зернистость лимфоидных клеток пурпурно-красная;
нейтрофильная зернистость коричневато-фиолетовая. Окраска получается
интенсивнее и четче, чем по Гимза. Параплазма окончательно
дифференцированных полинуклеарных нейтрофилов диффуздо-розовая. Параплазма
лимфоцитов, моноцитов и лейкобластов светлосиняя, спонгиоплазма резко-
синяя, структурированная.
Иногда при осаждении красителя появляются азуровые осадки,
которые можно спутать с настоящей азуровой грануляцией. Азуровые осадки
растворяются, если совершенно сухой препарат погрузить перед заключением
на короткий срок в абсолютный спирт.
137h Для изготовления смеси Кардоса лучше всего смешать
непосредственно перед употреблением 10 капель панхромного раствора, 5 капель
раствора метиловый зеленый—оранжевый и 15 см3 дестиллированной воды.
После смешения раствор энергично взбалтывают и сливают с него
розовато-лиловую пену.
Для приготовления раствора метилового зеленого с оранжевым
соединяют 2-процентный водный раствор оранжевого G с концентрированным
водным раствором метилового зеленого; образующийся при этом осадок
собирают на фильтре, высушивают и растворяют в метиловом спирте.
Кроме этих разнообразных методов, дающих общую ориентировку,
нужно привести еще следующие методы, служащие для выявления
специальных структур.
1372. Для отделения а-грануляции от ß-грануляции (в эозинофильных
и псевдоэозинофильных лейкоцитах), которая находится главным образом
в клетках крови кроликов и морских свинок (Фурно, 1911; Бенаккио, 1911),
мазки, фиксированные нагреванием, окрашивают триглицериновой смесью
Эрлиха: эозина 2 г, индулина 2 г, ауранции 2 г, глицерина 30 см3. Смесь перед
окраской нагревают до 60°; затем окрашивают 24 часа при 37°, споласкивают
водой и высушивают. Результат: ядра черные, эозинофильные (а)
гранулы желтые, специальные (ß) гранулы тёмнокрасные, базофильные
гранулы темные серо-черные.
1373. -[-Зернистость тучных клеток циркулирующей крови легко
растворяется в воде; в крепком спирте она нерастворима. Ее окрашивают по Эрлиху
насыщенным раствором далии в смеси: ледяной уксусной кислоты 12,5 см3,
абсолютного спирта 50,0 см3 и дестиллированной воды 100,0 см3.
Об окраске тучных клеток на срезах, а также о различении их от
плазматических клеток см. 1408—1412.
1374. Для выявления 8-зернистости " (очень тонкая базофильная
зернистость в моноцитах) мазки окрашивают 10—20 мин. в насыщенном водном
растворе метиленодого синего. Споласкивают водой, затем высушивают.
1375. s-Зернистость (нейтрофпльные лейкоциты) наиболее красиво
выявляется триацидной смесью Эрлих—Бионди. Фиксировать лучше всего

328 Глава XVIII
нагреванием (см. 1328); для окраски раствор, приготовленный по 722,
наливают пипеткой на мазок. Через 5—10 мин. споласкивают дестиллированной
водой до прекращения отдачи, облачков краски. Обсушивают между листками
фильтровальной бумаги. Результат: ядра зеленые (большей частью
нерезко); эозинофильные гранулы яркие меднокрасные; нейтрофильные
фиолетово-красные; базофильные не окрашены, так же как и цитоплазма
лимфоцитов. Эритроциты оранжевые.
Триацид, предложенный Паппенгеймом (1902), содержит еще мети-
леновый синий для лучшей окраски ядер. Применение, как в 1374.
1376. Для выявления полихроматофильных и базофильноточечных
эритроцитов (например, при свинцовом отравлении) наиболее надежен,,
согласно Домарусу (1929), метод окраски метиленовым синим по Мансон—
Шварцу.
Приготовление растворов. Раствор а: 2 г борной кислоты
и 1 г метиленового синего в колбе из иенского стекла растворяют в 100 см9
дестиллированной воды (при комнатной температуре может сохраняться
долгое время). Раствор б: 0,28 г NaOH растворяют в 100 см3
дестиллированной воды. Перед употреблением в измерительный цилиндр наливают 6 капель
раствора а и 8 капель раствора б, хорошо взбалтывают и дополняют
дестиллированной водой до 10 см3.
Окраска: а) фиксируют в метиловом спирте, 5 мин., б) высушивают
на воздухе; в) окрашивают, 5 сек.; г) осторожно споласкивают
дестиллированной водой. Высушивают.
Результат: эритроциты светлые зеленовато-синие (могут быть
с синей точечностью), базофильные гранулы сине-черные. Более крупныо
малярийные плазмодии зеленовато-синие.
Вся дестиллированная вода, идущая на раствор и окраску, должна быть
лишена С02, по 1338.
1377. Для а-нафтол-оксидазной реакции мазки крови перед окраской
помещают на 2 часа в спирт—формалин (формалина 1 часть, 96-градусного
спирта 4 части).
а-Нафтол-оксидазная реакция очень часто применяется в гематологии
для различения миэлоидных и лимфоидных клеток. В этом случае окраску
производят по прописи, приведенной в 1155. При этом гранулы эозинофиль-
ных, псевдоэозинофильных, нейтрофильных и амфиоксифильных лейкоцитов
крови и костного мозга окрашиваются, тогда как лимфоциты, лимфобласты
и плазматические клетки почти, всегда остаются неокрашенными.
1378. Пероксидазная реакция для клеток крови по Грааму:: а) свежий мазок
фиксируют несколько секунд в смеси: формалина (40-процентного) 1 часть,
спирта (96-градусного) 9 частей; б) споласкивают недолго водой; в)
окрашивают в растворе бензидина (см. ниже), 5 мин.; г) основательно промывают в
обычной воде; д) подкрашивают тиониномна анилиновой воде, 0,5—1 мин.;
е) недолго споласкивают дестиллированной водой. Высушивают на воздухе.
Результат: оксидазные гранулы коричневые.
Приготовление раствора бензидина: к
нескольким кристаллам бензидина прибавляют 0,02 см3 3-процентного раствора
Н202 (пипеткой Сали), затем 10 см3 40-градусного спирта.
Приготовление раствора тионина: смешивают
10 см3 насыщенного раствора тионина в 75-градусном спирте и 40 см3
анилиновой воды.
1379. При оценке данных окраски следует учитывать, что различные
модификации метода Винклер—Шультце иногда дают совершенно различные-
результаты. При этом особенное значение имеет, прежде всего, концентрация
водородных ионов. Так, по Греффу (см. 1158), при реакции й^иади,
проведенной при оптимальных условиях, гранулы видны и в лимфоцитах.

Исследование крови
329
Подробности см. у Греффа. Более старые данные у Паппенгейма и
Накано (1913). Реакция «дона» (см. 1178) также окрашивает гранулы миэло-
шггаоп системы, хотя часто и неполностью.
1380. Быстрая реакция на оксидазы по Гиршфельду (1937): а) в чашечку
для блоков наливают 10—20 капель 40-процентного раствора формальдегида.
Покровное стекло с нефиксированным мазком при помощи маленькой капли
воды прикрепляют ненамазанной стороной к крышке чашечки. Крышку
кладут на чашечку и дают парам действовать в течение 3 мин. Мазки на
предметных стеклах кладут в чашку Петри, а нижнюю поверхность крышки
обкладывают полосками фильтровальной бумаги, смоченной формалином;
б) мазки погружают в разведенный раствор Люголя (1 часть раствора Люголя,
по 705, на 3 части дестиллированной воды) на 10 сек., затем энергично
споласкивают водой; в) окрашивают метиленовым синим по Лёффлеру (см. 182),
3 мин.; г) энергично споласкивают водой, высушивают, заключают в бальзам
или кедровое масло. Результат: ядра синие; нейтрофильные, крупные
эозпнофпльные гранулы и очень нежные гранулы моноцитов интенсивно
коричневые, как п при реакции на оксидазы или пероксидазы.
1381. Методы выявления липоидов в клетках крови были йредложены
Савини (1921), Зеертом (1927), Гольдманом (1929) и другими. Наиболее
надежный и простой метод Гольдмана (1929).
Методика: а) мазки крови не позже чем через 24—48 час. поело
приготовления фиксируют 3 мин. в смеси 1 части формалина
(40-процентного) и 4 частей спирта (96-градусного); б) споласкивают в
дестиллированной воде; в) 30—40-градусный спирт, несколько минут; г)'раствор судана
(см. ниже), 15 мин.; д) споласкивают дестиллированной водой; е)
окрашивают ядра железным гематоксилином по Вейгерту (см. 677), 1—3 мин. (или
гемалаун 1 мин.); ж) промывают в обычной воде, заключают б глицерин,
глицерин—желатину и т. п.
Результат: эозинофилы, нейтрофилы, моноциты и юные тучные
клетки обнаруживают суданофильные зерна.
Приготовление раствора: 70-градусного спирта 100 см3,
воды 20 см3, судана в избытке, сс-нафтола 1,2 г. Смесь 5 мин. кипятят. Поело
охлаждения прибавляют 0,3 см3 3-процентного раствора перекиси водорода.
1382. Уже Гольдман указывал на то, что появляющиеся в клетках крови
липоидные гранулы по величине, форме и расположению полностью
соответствуют оксидазной зернистости. По Бройну (1938), надежность методов:
Гольдмана и Зеерта основана на особом гранулообразующем действии
нафтола, находящегося в растворе краски,—действии, свойственном всему
химическому семейству фенолов. Гранулы, появление которых вызвано
раствором нафтола, окрашиваются не только Суданом, но и различнейшими:
гистологическими красителями, например янусом зеленым, сафранином,
нейтральным красным, флуоресцином. Гранулы состоят, вероятно, из смесп
жира и белка.
1383. Для выявления на мазках митохондриев (пластосом) Шридде
фиксирует тонкие влажные мазки в смеси Орта (1—2 часа), споласкивает
дестиллированной водой и помещает на 30 мин. в 0,5-процентную осмиевую кислоту.
Затем быстро споласкивает, окрашивает и дифференцирует по Альтману
(см. 991). Еще лучше удаются методы Бенда, Мевеса, Рего или Кийоно, если
их применять на влажных мазках.
1384. Для различения спонгиоплазмы и параплазмы, затем лимфоцитов,
низших животных и веретеновидных клеток Паппенгейм (1910) применял
комбинацию растворов Унна и Циля (см. также у Верцберга, 1911).
Фиксация: нагревание (7—10 сек.) цли смесь паров по 1329, затем
смесь равных количеств абсолютного спирта с метиловым спиртом (около-
15 мин.). Для окраски на 10 см3 дестиллированной воды прибавляют

330
Глава XVIII
8—10 капель (0,4—0,5 см8) полихромного метиленового синего Унна (см. 1413)
и 8 капель (0,2 см8) карболового фуксина. Продолжительность окраски
5—8 мин. Многократно споласкивают дестиллированной водой, высушивают
и заключают.
Результат: ядра синие, вся протоплазма, а также веретеновидные
клетки красные, лишь лимфоциты и большие лимфоциты вследствие
большого содержания спонгиоплазмы синие.
1385. Приготовление карболового фуксина: фуксина 1 г, абсолютного
«спирта 10 см8, 5-процентной карболовой воды 100 см8.
1386. В смеси пикриновой кислоты с другим кислотным красителем
эритроциты окрашиваются, главным образом, пикриновой кислотой.
НАИБОЛЕЕ УПОТРЕБИТЕЛЬНЫЕ
Метод окрасил
Ядра
а-Гранулы
(эозинофиль-
ные
лейкоциты)
ß-Гранулы

(специальные клетки)
Т-Гранулы

(базофильные тучные
клетки)
8-Гранулы

(мелкозернистые

базофильные клетки)
Эозиновокислый мети-»
леновый синий (Май—
Грюнвальд, Иеннер,
см. 1352)
•Окраска по Гимза (см.
1357)
Паноптйческая смесь по
Паппенгейму и
совершенно-еходно
панхроматическая смесь (см.
1367 и
Смесь Кардоса (см. 1370)
Триацид (см. 1375)
Тритлицерин (см. 1372)
Мети леновый синий
Бледноси-
ние
Красно-
фиолетовые
Четкие
красно-

фиолетовые
Четкие
красно-

фиолетовые
Зеленые

(нечеткие)
От
черного до
серого
Синие
Яркие кир-
пично-
красные
Красные
Красные
Красные
Яркие
медно-
красные
Желтые
Яркие кир-|
пично-
красные
Красные
Красные
Красные

Интенсивно
красные
Темно-
красные
Темноси-
ние

Фиолетово-синие

Фиолетово-синие

Фиолетово-синие
Черные до
темносе-
рых
Четкие
синие
Темноси-
ние

Фиолетово-синие

Фиолетово-синие

Фиолетово-синие
Нечеткие
серые
Четкие
синие

Исследование крови
331
Чтобы сделать видимым гемоглобин в кроветворных клетках,
используют эозин; см. также 1417, 1436 и 1437.
1387. В табл. 9 сведены наиболее употребительные гематологические
методы. Клеточные структуры, выступающие особенно отчетливо при
употреблении этих методов, отмечены курсивом.
ИЗГОТОВЛЕНИЕ ПРЕПАРАТОВ КРОВИ НА СРЕЗАХ
1388. Для фиксации органов и эмбрионов, при гематологических
исследованиях, особенно пригодна модифицированная Максимовым смесь Гелли
(жидкость Ценкера, к которой непосредственно перед употреблением
/
Таблица 9
МЕТОДЫ ОКРАСКИ КРОВИ
е-Гранулы

(нейтральные
лейкоциты)
Азуровые
гранулы
Цитоплазма
Эритроциты
Тромбоциты

лимфоцитов

лейкоцитов

Фиолето_

СлабосиБледпоси-
Светло-
Бледноспние

во-крас•
няя
няя
красные
ные
(нечеткие)

КоричнеПурпурно-
Синяя

КрасноваБледносп-
Синие с

во-краскрасные
тая
нне
летовым внутренним
ные
тельцем
Четкие
Пурпурно-
Синяя

КрасноваРозовато-
Синие с

коричнекрасные
тая
красные
товым внутренним
во-красно-
тельцем

фиолетовые
Четкие
Пурпурно-
Синяя

КрасноваРозовато-
Синие с
красно-фиолекрасно-
красные
тая
красные
товым внутренним

коричнетельцем
вые с
фиолетовым
оттенком

Фиолето—
—
—
Оранжевые

во-красные
Красные
—


Слабожел—
—
товатая
товатая
В случае
базофи-
лии то-
чёчностъ

332
Глава XVIII
прибавляют вместо ледяной уксусной кислоты 10 см3 формалина). Кусочки
органов толщиной 2—4 мм фиксируют в этой жидкости 6—24 часа при
комнатной температуре. После 24-часовой промывки в обычной воде кусочки
переносят в спирты возрастающей крепости (в 80-градусном спирте дли
удаления сулемы обрабатывают иодом по 327), затем заливают в парафин,
или лучше в целлоидин, или целлоидин—парафин (см. 339).
1389. Для фиксации тканей теплокровных животных Максимов (1909)
рекомендует нагреть фиксирующую жидкость до 37°, затем прилить формалин
и быстро поместить в свежий раствор еще теплый объект. Через 30 мин. рас- «
твор вновь охлаждают. Тонкие зародышевые диски Максимов сперва
осторожно отпрепаровывает с помощью ножниц и кисточки в нагретом до
температуры тела растворе Рингера; затем насаживает ихГна выпуклую сторону
часового стекла и наносит каплями немного фиксирующей жидкости;
вследствие этого диски через несколько секунд уплотняются в растянутом и
лишенном складок состоянии. Затем легко побалтывая стеклом в фиксирующей
жидкости, диски отделяют от стекла. У эмбрионов длиной свыше 1,5 см
нужно вскрыть кожный покров. Продолжительность фиксации
зародышевых дисков 10—15 мин.; эмбрионы до 3 мм фиксируют 1 час, более крупные .
до 6 час. Промывка и дальнейшая обработка, как в 1388.
1390. Очень хорошие результаты дает также и другая предложенная
Максимовым жидкость (жидкости Ценкера без ледяной уксусной кислоты
100 см3, формалина 10 см3, 2-процентного водного раствора осмиевой кислоты
10 см3; см. 338). Жидкость Орта, так же как и один формалин, сохраняет
зернистость большей частью плохо (Эллерман, 1919).
1391. По Ленеру (1924), можно рекомендовать спирт—формалин по Шаф-
феру (1 часть формалина и 2 части 80-градусного спирта), который полностью
сохраняет как гранулы лейкоцитов, так и зерна тучных клеток. Для
фиксации последних см. также 1408.
1392. По Регенданцу и Рейхенову (1933), окраска тканевых и кровяных
паразитов раствором Гимза превосходно удается и после фиксации смесью
Карнуа.
1393. Гемоглобин в клетках, крови хорошо фиксируется жидкостями,
приведенными выше (см. 1388—1391). Для этого может быть также
рекомендована смесь сулемы с поваренной солью, но не сулема с водой.
Прибавление же ледяной уксусной или трихлоруксусной кислоты повреждает его.
Об окраске гемоглобина см. 1436. При замораживании свежих препаратов
гемоглобин выходит из эритроцитов.
1394. Для окраски срезов особенно пригодны методы, употребляющиеся
также и для мазков с эозиновокислым метиленовым синим и азур—эозином.
При применении на срезах эти методы несколько модифицируют (см. 1395—
1407). Но и здесь следует, конечно, учитывать общие предписания,
приведенные в 1336—1351.
1395. Для окраски срезов эозиновокислым метиленовым синим
рекомендуется метод Эллермана (1919). Фиксируют по Максимову (см: 1388) г
заливают в парафин. Срезы толщиной не более 5 ц переносят через ксилол
и спирт в дестиллированную воду (вода и посуда должны быть лишены
щелочей и кислот!). После обсушивания фильтровальной бумагой
предварительная окраска формалин—эозином (1-процентного водного раствора
эозина 50 см3, нейтрального формалина 2,5 см3). Формалин для
нейтрализации настаивают на углекислом кальции по способу, описанному в 257.
Через 15 мин. промывают 2—4 мин. в теплой (около 45°) дестиллированной
воде. Затем окрашивают в 0,5-процентном растворе эозиновокислого мети-
ленового синего в метиловом спирте. Раствор перед употреблением
разбавляют равным количеством дестиллированной воды (лучше всего
окрашивать основным раствором давностью в несколько месяцев). Через 30 мин.

Исследование крови
333
промывают 5—10 мин. в дестиллированной воде, обсушивают
фильтровальной бумагой и дифференцируют в безводном спирте до покраснения срезов
(2—5 мин.; 99-градусный спирт дает другие результаты; спирт должен быть
полностью обезвожен над СаО или металлическим Ca по 381). Затем
несколько раз сменяемый ксилол; бальзам.
Результат: ядра интенсивно синие; соединительная ткань слабо-
синяя; нейтрофильные гранулы красно-коричневые; эозинофильные гранулы
яркокрасные; базофильные гранулы черно-синие; эритроциты с синевато-
красноватой цитоплазмой; плазматические клетки с серо-синей цитоплазмой
со светлым, часто красноватым двориком у ядра.
1396. Окраска азур—эозином по Нохт—Максимову. Она удается лучше
всего после фиксации по Максимову (см. 1388), но дает также приемлемые
результаты и после жидкостей Гелли, Ценкера, спирт—формалина и
абсолютного спирта. Приготовляют два основных раствора, которые могут
сохраняться несколько месяцев в хорошо закрытых колбах из иенского
стекла. Раствор а: 0,1 г эозина, 100 см9 дестиллированной воды. Раствор б:
0,1 г азура II, 100 см3 дестиллированной воды. Непосредственно перед
употреблением 10 см3 раствора а з химическом стакане разбавляют 100 см3
прокипяченной дестиллированной воды (см. 1338); затем при 4—5-кратном
спокойном покачивании приливают 10 см3 раствора б, отмеренного в маленьком
измерительном цилиндре. Готовый к употреблению раствор имеет темно-
фиолетовый цвет.
Методика: а) срезы из прокипяченной воды помещают на 6—12—
24 часа в раствор красителя; в течение всего этого времени не должно
появляться грубого хлопьевидного осадка; нежная же металлически
отсвечивающая пленочка на поверхности раствора безвредна; б) сильно
перекрашенные срезы дифференцируют в 96-градусном спирте до появления красной
окраски в эритроцитах и соединительной ткани; в) обезвоживают в
абсолютном спирте, 30—60 сек.; г) 3 порции совершенно чистого ксилола,
нейтральный бальзам или кедровое масло.
Результат: цитоплазма имеет различные оттенки синего цвета,
базихроматин темносиний, оксихроматин розовый, гемоглобин яркокрас-
ный, ацидофильная зернистость светлокрасная, соединительная ткань неж-
норозовая.
1397. Если эозин выступает на готовом препарате слишком слабо, то
это зависит от преждевременно прерванной дифференцировки препарата
в 96-градусном спирте, почему красный цвет остается еще перекрытым
синим. В некоторых случаях, например на личинках амфибий, содержание
эозина нужно увеличить (раствора а—16 см3, воды 80 см3; раствора
б—8 см3). Ошибка, вызванная несоответствующей фиксацией, уже не может
быть исправлена.
1398. Если сразу после смешения растворов появляется грубый
хлопьевидный осадок краски, то раствор непригоден. Чаще всего это зависит от
взятой для его приготовления дестиллированной воды (см. 1338—1345).
Причиной может служить и нечистота стеклянной посуды.
1399. Большое значение для результата окраски имеет реакция
дестиллированной воды (см. также 1338—1345). Поэтому при окраске срезов,
как и при окраске мазков, можно рекомендовать употребление забуферен-
ной воды. 10 см3 основного раствора а разбавляют 100 см3 воды, забуференной
по 1343, а затем прибавляют 10 см3 раствора б.
1400. Коллье (1924) приготовляет красящий раствор следующим
образом. Раствор а: 0,08 г эозина ВА extra, дестиллированной воды 100 см3.
Раствор б: 0,08 г азура И, дестиллированной воды 100 см3. Для окраски к
20,8 см3 раствора б прибавляют 4 см3 раствора а и доливают до 100 см3
разведенным буферным раствором (см. 1342). Окрашивают 1—3 часа.

334
Глава XVIII
1401. Окраска срезов по Гимза. Фиксируют как указано выше (см. 1388—
1391). О к р а с к а: а) срезы помещают в прокипяченную или забуференнуку
воду, которую один раз сменяют; б) окрашивают в свежеразведенном
растворе Гимза [на 50 см3 дестиллированной воды или буферного раствора (см.
1343) 1 см3, а при длительной окраске 0,5 см3 оригинального раствора]т
2—12 час; в) сильно перекрашенные сине-фиолетовые срезы споласкивают
прокипяченной или забуференной дестиллированной водой; г)
дифференцируют и обезвоживают в смесях: ацетона 95 см3, ксилола 5 см3; ацетона 70 см3,
ксилола 30 см3; ацетона 30 см3, кислола 70 см3; д) чистый ксилол, кедровое
масло или цедакс. Результат: как в 1357.
Применяемый для обезвоживания ацетон должен быть совершенно
чистым, не содержащим метилового спирта и кислоты.
1402. В последнее время Гимза использует для окраски гистологических:
срезов, фиксированные в сулеме со спиртом по Шаудинну (насыщенного-
водного раствора сулемы 2 части, абсолютного спирта 1 часть) или по Кар-
нуа, разбавленный раствор краски, по 1358, который через 45 мин. сменяет.
Принимая во внимание более высокую концентрацию, срок окраски берется
короче, чем в 1396. Для забуферивания Гимза употребляет буферную смесь
Вейзе (см. 1344).
1403. Паноптпическая окраска по Паппенгейму (1912). Фиксация по
Максимову или Гелли. Окраска: а) предварительная окраска разведенным
водой раствором Май—Грюнвальда или Иеннера (1 часть основного
раствора, указанного в 1352, на 8 частей дестиллированной воды), 20 мин. при 35°;
б) раствор краски сливают и докрашивают разбавленным раствором Гимза
следующего состава: 0,2 см3 основного раствора (см. 1358) на 15 см3
дестиллированной воды (или буферного раствора, см. 1343), 40 мин. при 35°; в)
недолго дифференцируют в разведенной уксусной кислоте (0,15 см3 ледяной
уксусной кислоты на 100 см3 дестиллированной воды); г) промывают в де-
стиллированйой воде; д) обсушивают фильтровальной бумагой,
обезвоживают в смеси ацетона с равным количеством абсолютного спирта; е) ксилол;
кедровое масло и цедакс. Результат: как в 1367; соединительная ткань
при этом методе окрашивается сильнее, чем цри более простой окраска
азур—эозином или по Гимза.
Этот метод благодаря четкой дифференцировке и богатству оттенков:
пригоден не только для гематологических целей, но и для обзорных
препаратов. /
1404. Разбавлять раствор краски следует непосредственно перед
употреблением. В качестве чашки для окраски лучше всего использовать чашк»
Петри или ванночки для окраски по Гимза, которые должны быть хорошо
прикрыты.
1405. Панхромная окраска по Паппенгейму. Фиксация по Максимову
или Гелли. Окраска: а) предварительная окраска разбавленным
раствором Май—Грюнвальда (1 часть основного раствора на 8 частей
дестиллированной воды), 10 мин.; б) докраска в панхромном растворе 10 капель
(0,15 см3) основного раствора (см. ниже) на 10 см3 дестиллированной воды,
20 мин.; в) дифференцировка в 0,1-процентном водном растворе пикриновой
кислоты до покраснения среза; г) промывка в дестиллированной воде, около-
5 мин.; д) обсушивание фильтровальной бумагой; ацетон—ксилол (3 : 7),
фильтровальная бумага; ацетон—ксилол; ксилол; цедакс. Результат:
как в 1367.
1406. Панхромная смесь состоит из: метиленового синего 1,0 г, толуиди-
нового синего 0,5 г, азура I 1,0 г, метиленового фиолетового 0,5 г, эозина
0,75 г, метилового спирта 250 см3, глицерина 200 см3, ацетона 50 см3.
1407. Очень рекомендуется, кроме того, окраска по
Кардос—Паппенгейму, которая позволяет четко различать азуровую зернистость (пурпурно-

Исследование крови
335
красная) от нейтрофильной грануляции (коричневато-фиолетовая).
Фиксация по Максимову или Гелли. Срезы освобождают от парафина, из в'оды
помещают в ванночку для окраски, наносят смесь Кардоса (см. 1371) и красят
1—2 часа при 37° (прикрыть!). Затем ополаскивают дестиллированной водой,
обсушивают фильтровальной бумагой, на короткий срок помещают в
абсолютный спирт; ксилол; нейтральный бальзам. Результат: как
в 1370.
1408. По исследованиям Гольмгрена (1937, 1938) тучные клетки тканей
и их гранулы лучше всего сохраняются при фиксации в основном
уксуснокислом свинце. Пользуются 4-процентным раствором, который приготовляют,
разбавляя Sol. plumbi subacetici (содержание уксуснокислого свинца 19%)
или растворяя вещество непосредственно перед употреблением. Маленькие
кусочки исследуемой ткани фиксируют 24 часа, затем споласкивают
дестиллированной водой и обычным образом заливают в парафин. Срезы
окрашивают в течение 1 часа в 1-процентном растворе толуидинового синего, одна
часть которого растворена на дестиллированной воде, другая—на
60-градусном спирте. В водном растворе, кроме тучных клеток, окрашиваются и
остальные ткани, в спиртовом же—одни лишь тучные клетки,
1409. Гранулы тучных клеток часто оказываются растворимыми в воде,
однако между различными видами животных в этом отношении имеются
существенные различия. Очень чувствительны гранулы тучных клеток
кролика и собаки, у крысы же они особенно устойчивы. У последних поэтому
они хорошо сохраняются во многих фиксирующих жидкостях, так что
подкожную соединительную» ткань крыс (например, поперечный срез через
рыльце) можно рекомендовать как удобный объект исследования. У кошки,,
по Варичаку (1938), можно установить наличие гранул тучных клеток,
устойчивых по отношению к воде (подкожная клетчатка), и гранул, чувствительных
к воде (сальник).
1410. Метахроматическое вещество гранул тучных клеток, которое, по
Гольмгрену, состоит из сложного полиэфира серной кислоты и идентично
гепарину, при действии уксуснокислого свинца выпадает и становится
нерастворимым в воде. Таким образом, Гольмгрен рассматривает тучныо
клетки как место образования и секреции антикоагулирующего вещества.
1411. Более старые методы окраски тканевых тучных клеток. Фиксация
в спирт—формалине (см. 1391) или в абсолютном спирте. При окраске" по
Доминичи (см. 726) тучные клетки темносиние. Кислым раствором
толуидинового синего (70-градусного спирта 100 см3, соляной кислоты 0,5 см3,
толуидинового синего 0,25 а; через 24 часа еще 0,5 см3 соляной кислоты)
окрашиваются лишь зернышки тучных клеток и основное вещество -хряща
(Шаффер, 1907; исключения у Ленера, 1924). Ленер рекомендует окраску
крезиловым прочным фиолетовым (1 мг на 1 л воды). Гранулы окрашиваются
метахроматически более насыщенно и устойчиво, чем при тионине.
1412. Следующий метод Унна позволяет дифференциально выявить
тучные и плазматические клетки. Фиксация, как в 1411. Заливка в целлоидин
или парафин. Окраска в полихромном метиленовом синем, 10 мин.
Ополаскивание дестиллированной водой. Дифференцировка в глицериновое
эфирной смеси, по Унна, разбавленной 4—10 частями дестиллированной
воды, 30—60 сек. (осторожно! Не слишком долго!). После того как срез
станет васильково-синим, основательная промывка в воде, 2—5 мин., обсушка
фильтровальной бумагой, быстрая проводка через абсолютный спирт; кси-
лол; канадский бальзам. Результат: ядра синие, гранулы тучных
клеток красные, плазматические клетки синие.
1413. Для приготовления полихромного метиленового синего растворяют
1 а метиленового синего в 100 см3 дестиллированной воды и к 20 см3 96-градус-
яого спирта прибавляют 1 а углекислого калия и медленно выпаривают на

336
Глава XVIII
водяной бане до 100 еле8; при этом образуются (наряду с метиленовым синим)
еще метилен-азур и метиленовый фиолетовый.
1414. Для приготовления глицеринового эфира 50 см3 чистого глицерина
и 10 г сухого хлористого кальция, помещают в колбу для перегонки и
собирают фракции, перегоняющиеся при 120—220°. Полученную коричневую
жидкость смешивают с животным углем и еще раз перегоняют. При этом
получается светложелтоватый дестиллят, который перегоняется уже при
температуре 100°. Если видна еще небольшая муть, то ее можно устранить
прибавлением следов абсолютного спирта.
Указанная в 1412 глицериново-эфирная смесь представляет собой
глицериновый эфир, разведенный в 5—10 раз дестиллированной водой.
1415. Раствор красителя, обозначенный Унна (1928) как синий полихром,
.дает картину еще более интенсивной окраски. Для его изготовления 0,5 г.
метиленового синего и 0,5 г толуидинового синего растворяют отдельно в
небольшом количестве 75-градусного спирта, вливают оба раствора в 100 см3
1-процентного раствора уксуснокислого калия* и кипятят смесь при
постоянном помешивании в течение 2 мин. После охлаждения фильтруют.
Парафиновые, целлоидиновые или замороженные срезы окрашивают 1—2 мин., а
дальше поступают по 1412. Унна использует этот раствор краски и для
выявления гранулоплазмы клеток.
1416. Плазматические клетки лучше всего выделяются при окраске
метиловым зеленым—пиронином по Паппенгейм—Унна (см. 728). Округлое
тело цитоплазмы при этом окрашивается в интенсивно красный цвет, ядро
^«спицеобразное»)—в зеленый.
1417. Очень красиво и элективно удается окрасить эритроциты и
предшествующие им формы реактивом сиена-оранж, предложенным Карере-
Комесом (1938).
Методика: а) фиксация в нейтральном формалине; заливка в
парафин; ксилол; ряд спиртов; дестиллированная вода; б) .-наносят реактив
оиена-оранж на 1 мин.; в) 10-процентный раствор соляной кислоты, 3 мин.;
г) дестиллированная вода (сменяют 2 раза), 10 мин.; д) тщательно
дифференцируют в ацетоне (разбавленном равным количеством
дестиллированной воды), 5—10 мин.; е) дестиллированная вода (сменяют 2 раза),
10 мин.; ж) подкраска генциановым фиолетовым (10 капель насыщенного
спиртового раствора на 20 см3 дестиллированной воды), 2 мин.; з)
споласкивают дестиллированной водой, обсушивают фильтровальной
бумагой; я) тщательно дифференцируют абсолютным спиртом, пока не
выступят четко эритроциты, окрашенные в оранжево-желтый цвет; ксилол;
цедакс.
1418. Очень отчетливо выступают эритроциты после фиксации в
жидкостях, содержащих хром (например, жидкости Гелли или Максимова), и при
окраске бразилином (см. 948).
1419. Для выявления на срезах кровяных пластинок маленькие-свежие
ну сочки органов фиксируют, по Ашоффу (1892), в смеси 1 части 1-процентного
раствора осмиевой кислоты и 2 частей 0,75-процентного раствора NaCl.
•Срезы очень быстро окрашивают (30—60 сек.) в метиловом фиолетовом (0,1 г
в 500 см3 физиологического раствора NaCl).Кровяные пластинки бледноси-
неватые.
МЕТОДИКА ПУНКЦИИ ГРУДИНЫ
1420. Для взятия костного мозга делают обычно пункцию грудины
по средней линии на уровне второго или третьего межреберных пространств.
Толщина передней компактной пластинки у людей достигает 0,5—1 мм.
У детей моложе 2 лёт лучше делать пункцию берцовой кости, а именно в ее
верхней трети на медиальной поверхности.

Исследование крови
337
1421. В качестве инструмента служит игла для стернальных пункций
длиной около 5 см с просветом 1—2 мм, снабженная точно сидящим мандре-
ном. Она должна иметь передвижную защитную пластинку, которая
предохраняет от прокалывания задней костной стенки и позволяет ориентироваться
в глубине укола. Конец иглы должен быть коротко заострен и хорошо
наточен.
Некоторые смертельные случаи, описанные в литературе, происходили
от того, что вследствие отсутствия защитной пластинки получались прокол
задней костной стенки и повреждение сердца концом иглы.
1422. Техника пункции (Poop, 1940). После основательной дезинфекции
кожи производят тщательное анестезирование кожи, подкожной клетчатки
и особенно периоста с помощью 1—2 см3 обычного анестетика. Через
несколько минут иглу, снабженную мандреном, вкалывают отвесно до тех
пор, пока конец ее упрется в кость. Затем прочно привинчивают арретир
на 5—8 мм над поверхностью кожи и прокалывают костную стенку путем
равномерного сильного вращательного движения. Обычно после
небольшого вращательного движения по ослаблению сопротивления чувствуется,
что конец иглы находится в мозговом пространстве. Сопротивление кости
у разных индивидуумов весьма различно. Нормально оно требует сильного
давления. При вторжении в мозговое пространство часто слышится или
чувствуется легкий треск. Теперь после удаления мандрена насаживают точно
пригнанный провацевский шприц на 20 см3 и отсасывают. Важно не брать
маленьких шприцев, так как они не дают той сильной отсасывающей тяги»
которая во многих случаях необходима для получения положительного
результата. Само отсасывание часто связано с кратковременной, но довольно
ощутительной болью в грудинной кости. Медленным отсасыванием можно
уменьшить это неприятное чувство, но все же без сильного натягивания
часто не удается получить мозговую ткань. Если частички мозга или сгустки
закладывают канюлю, то их можно удалить путем инъекции небольшого
количества стерильцого физиологического раствора поваренной соли.
Обычно первые капли содержат главным образом мозговую ткань, при
дальнейшем отсасывании появляется преимущественно кровь. В зависимости
от того, нужны ли одни только мазки или же требуется и гистологическая
обработка, отсасывают большее или меньшее количество мозга. Содержимое
шприца как можно быстрее выпрыскивают на предметное стекло или чашечку
для блоков; при этом кусочки мозга, имеющие вид серо-желтоватых или
красноватых обрывков, легко отличимы от окружающей крови. Затем
отсасывают фильтровальной бумагой или тампоном кровь, осторожно выбирают
кусочки м$зга и используют их обычным образом для приготовления на
предметных стеклах мазков или отпечатков.
Окрашивать, как обычные мазки, по 1367 или лучше, как показал мой
опыт, по 1403, 1405 или 14Ö7. Для ретцкулоцитов по 1305; реакция на
оксидазы по 1377; реакция на пероксидазы по 1378.
1423. Для приготовления гистологических срезов фрагменты мозга или
свернувшийся материал пунктата лучше всего фиксировать по Максимову
(см. 1388). Заливка, как обычно, в парафин или целлоидин—парафин (по
464 или 466; см. также 339).
#
ВЫЯВЛЕНИЕ ФИБРИНА
1424. Окраска фибрина по Вейгерту. Фиксация любая. Парафиновые,
целлоидиновые или замороженные срезы. После фиксации хромовыми
жидкостями срезы следует перед окраской поместить на 10 мин. в 0,3-процентный
раствор перманганата калия, а затем после ополаскивания на 2—3 часа
в 5-процентную щавелевую кислоту. Далее основательная промывка.
22 в. Ромейс

338
Глава XVIII
Окраска: а) окрашивают ядра квасцовым кармином, ядерным проч-
дым красным и т. п., затем промывают в дестиллированной воде; б)
обсушивают фильтровальной бумагой. Капают раствор генцианового фиолетового
ца анилиновой воде (см. 70S) или лучше метилового фиолетового (см, 1426),
15,сек.; обсушивают; в) капают раствор иода в йодистом калии (см. 705),
15—20 сек. Сливают и обсушивают. Дифференцируют в смеси анилинового
масла с ксилолом (1 : 1) до тех пор, пока фибрин не будет отчетливо
фиолетовым, а остальные ткани более или менее обесцветятся. После этого
анилиновое масло следует тщательно удалить ксилолом, ибо в противном случае
окраска быстро портится. Затем заключение в канадский бальзам.
1425. Следует помнить, что при этом методе мы не имеем дела со
специфической химической красочной реакцией и, кроме фибрина, могут оказаться
окрашенными и другие части црепарата. Ввиду этого при диагносцировании
фибрина нужно учитывать не только красочную реакцию, но и
морфологическую структуру окрашенного образования. Кроме того, в известных
случаях часть фибриновых нитей может остаться и неокрашенной.
1426. Вейгерт советует вместо скоропортящегося раствора
генцианового фиолетового на анилиновой воде применять раствор метилового
фиолетового, который приготовляется перед употреблением из двух основных
растворов, хранящихся годами. Раствор а: абсолютного спирта 33 см3,
анилинового масла 9 см3, метилового фиолетового в избытке. Раствор б:
насыщенный водный раствор метщлового фиолетового. Для употребления смешивают
3 см* раствора а с 27 см3 раствора б.
1427. У неприклеенных срезов наступает сильное сжатие, особенно в
анилиновом масле; во избежание этого замороженные и целлоидиновые срезы
р|астягивают до нанесения каплями раствора краски на предметном стекле
и придавливают фильтровальной бумагой. Таким же образом каплями
наносят затем и другие жидкости.
1428. Для дифференцировки очень толстых срезов повышают
содержание анилинового масла в смеси с ксилолом, а иногда берут и чистое
анилиновое масло. Наоборот, в случае тонких и нежных срезов пользуются смесью
анилинового масла с ксилолом в отношении 2 : 3 или 1 : 3. При употреблении
таких растворов этот метод, прекрасно выявляет также всевозможные
волокнистые структуры, например соединительнотканные волокна, костные
фибриллы, шарцеевские волокна (см. 1649), эпителиальные волокна в плоском
эпителии, межклеточные мостики, желчные капилляры и др. (Бенеке, 1893).
За дифференцировкой нужно следить под микроскопом и по достижении
надлежащей степени дифференцировки сразу же её прервать, а препарат
хородю отмыть ксилолом. . '
1429. Окраска фибрина по Коккелю (1899): а) срезы, освобожденные
от парафина, помещают из дестиллированной воды на 5—10 мин. в
1-процентный водный раствор хромовой кислоты; б) быстро промывают в воде
(не больше 5—10 сек.); срезы не должны утратить желтой окраски; в)
окрашивают литиевым гематоксилином по Вейгерту (см. 1824), 15—20 мин.;
г) споласкивают водой и помещают в 10-цроцентный водный раствор квасцов
до появления темносиней окраски срезов (около 1 мин.); д) промывают вводэ
и переносят в раствор буры с железосинеродистым калием по Вейгерту
(см. 1822, ж), который разбавляют 3-кратным количеством воды.
Дифференцируют до появления под микроскопом светлокоричневого фона,3—6 мин.;
е) промывают водой; ж) дифференцируют фон в 10-процентном растворе квас-
доз: з) промывка; при желании. окрашивают ядра квасцовым кармином.
Метод Коккеля окрашивает, кроме фибрина, также мышцы "(фибриллы!),
клетки крови, желчные капилляры и т. д.
1430. Шуенинов (1908) окрашивает фибрин 15—20 мин. гематоксилином
Маллори, описанным в 1513. Затем споласкивает водой, обрабатывает срезы

Исследование крови
339
от 20 мин. до 20 час. 5—10-процентной фосфорновольфрамовой кислотой,;
хорошо промывает водой, затем спирт и т. д.
1431. При окраске азаном или по Маллори фибрин часто окрашивается
в четкий красный цвет.
1432. Чтобы получить фибрин на предметном стекле, каплю крови
оставляют спокойно лежать несколько часов во влажной камере. Затем
накрывают покровным стеклом и промывают водой, для чего с одной
стороны покровного стекла прибавляют воду, а с противоположной стороны
ее отсасывают фильтровальной бумагой. Когда большинство кровяных
клеток уплывает прочь, прибавляют раствор иода в йодистом калии; при
этом фибриновые волокйа и сети интенсивно окрашиваются в желтый цвет. '
до коричневого.
О фиксации, заливке и окраске геля кровяной плазмы см. Бухер (1936). >
РАЗНОЕ
1433. Выявление кристаллов гемина (кристаллы Тейхмана). Наносят
на предметное стекло каплю крови и тщательно смешивают ее с небольшой
каплей 0,9-процентного раствора поваренной соли. Затем предметное стекло
подогревают до тех пор, пока жидкость испарится и образуется красно-
коричневый остаток. Преде наложения покровного стекла подливают ледя-.
ную уксусную кислоту до заполнения пространства между покровным
и предметными стеклами. После этого препарат подогревают до полного
испарения уксусной кислоты. Наконец, высушенный препарат промывают^
ксилодом и заключают в бальзам. Кристаллы гемина (солянокислый гема-;
тин) выступают в виде ромбических табличек.
1434. Кристаллы гематоидина находят в виде красно-желтвде масс,,
состоящих из рыжих ромбических, лишенных железа кристаллов, в апо-
плектичёских очагах, в желтых телах яичника и т. п.
1435. Для быстрого выявления гемосидерина (например, для быстрого
диагносцирования прогрессивного паралича) по Шпатцу (1923Ь), с малень-,
ких кусочков соответствующей нефиксированной ткани смывают водой
приставшую кровь; затем кусочки помещают, по крайней мере на 15 мин.:
(лучще дольше), в концентрированный раствор сернистого аммония, где:
частички содержащего железо кровяного пигмента принимают темнук>:
окраску. Подобные кусочки еще больше расщепляют в физиологическом
растворе NaCl, переносят в глицерин и, нажимая на покровное стекло,,
приготовляют раздавленный препарат.
1436. Окраска гемоглобина по Лепене (1920). Фиксация формалином,
(материал, лежавший в формалине слишком долго, непригоден). При ушь-
треблении хромовой кислоты и ее солей часто получается более слабая
окраска. Фиксация в спирте или ацетоне не годится. ,
Методика: а) замороженные или неприклееыные парафиновые,
срезы поступают из воды в раствор бензидина с перекисью водорода; неболь->
шое количество бензидина, взятое кончиком ножа, растворяют в пробирке,
в 2 см3 96-градусного сцирта и прибавляют смесь из 0,5 см3 перекиси (водо-(
рода и 4,5 см3 70-градусного спирта; лучше всего употреблять свежий
раствор; окрашивают в часовом стекле 1—3 мин., парафиновые срезы—,
несколько дольше. Срезы не должны давать складок и плавать на цоверх-»
ности; б) срезы перекладывают в 50-градусный спирт; в) вода; г)
подкрашивают, 5—10, мин. в гемалауне; д) вода; ксилол; бальзам., Результат:;
эритроциты и свободный гемоглобин темнокоричневые.
Для того чтобы в неясных случах избежать смешения с гемосидерином,;
срезы после первой цромывки переносят на 30—60 мин. в смесь 2-цроцент-
ного раствора железистосинрродистого калия и 1-процентной содяной;
7 ^ 22»

Глава XVIII
кислоты (1: 1). Затем промывка и окраска кармином. Результат:
гемоглобин коричневый, гемосидерин синий.
При окраске мазков берут для разведения перекиси водорода вместо
70-градусного спирта 96-градусный. Продолжительность окраски
нефиксированного препарата 10 мин.у затем промывка водой и т. д. Окраска
сохраняется не очень долго.
1437. Слонимский и Лапинский (1932) для повышения устойчивости
окраски пытались при фиксации возможно скорее перевести гемоглобин
в метгемоглобин. Для этой цели фиксируют объекты любой величины
в течение 15—24 час. в смеси: железосинеродистого калия 2,5—4 г,
формалина 10—20 см3, дестиллированной воды 100 см3. Затем 24-часовая
промывка в проточной воде и заливка в парафин. Срезы приклеивают белком
с глицерином, затем, как обычно, освобождают от парафина, помещают
из дестиллированной воды в чашку Петри, в которой заливают их бензи-
диновым реактивом (см. ниже). Через 2—5 мин., в течение которых чашку
для наблюдения за окраской держат над белым фоном, препарат хорошо
прополаскивают 70-градусным спиртом. После этого ядра окрашивают
красным или зеленым красителем, например нейтральным красным или
метиловым зеленым (лучше ядерным прочным красным—Ромейс). Затем
спирту ксилол; бальзам. Результат: эритроциты и свободный
метгемоглобин вначале окрашены в синий цвет, потом он переходит в темнокоричне-
вый или золотисто-коричневатый.
П р-и г о т о в л е н и е раствора бензидина: 0,1—0,2 а
чистого бензидина растворяют, взбалтывая в 2—3 см3 96-градусного спирта
и наливают 10 см3 70-градусного спирта; затем прибавляют 2 см3
10-процентной перекиси водорода и 1 см3 бензидинового реактива By
(концентрированный раствор бензидина в ледяной уксусной кислоте).
1438. О применении этого и сходных с ним методов для выявления
кровеносных капилляров см. 1966.
1439-. Кровообращение проще всего исследовать на легко добываемых
летом головастиках лягушек и жаб. Для этого головастика кладут на
предметное стекло и покрывают его туловище кусочком влажной ваты. Вначале
животное довольно энергично бьется, но вскоре успокаивается, после чего
кровеносные сосуды в кромке плавника можно без труда наблюдать со
средним увеличением.
1440t. У взрослой лягушки исследование производят при уретановом
наркозе (см. 106). Для этого животному инъицируют подкожно или в
спинной лимфатический мешок 1,5 см3 10-процентного раствора уретана;
полное действие наркотика наступает лишь через 1—2 часа. Хорошим местом
для наблюдения служит плавательная перепонка. Для этого оттягивают
друг от друга два пальца ноги и укрепляют тонкими энтомологическими
булавками на пробковой пластинке, продырявленной пробойником.
Пластинку выбирают такой величины, чтобы на ней поместилась вся лягушка.
Отверстие пробковой пластинки помещается над отверстием столика
микроскопа так, чтобы плавательную перепонку и ее сосуды можно было бы
наблюдать в проходящем свете.
Другим удобным местом для наблюдения является язык лягушки;
его оттягивают вперед и таким же образом, как плавательную перепонку,
растягивают иглами на пробковой пластинке с отверстием. Кроме того,
можно использовать брыжжейку, которую вытягивают вместе с петлей
кишечника из брюшной полости через разрез, проведенный по аксилляр-
ной линии (Конгейм, 1867b). Для наблюдения кровообращения в легких
поступают по Ф. Гольмгрену (1874).
Во избежание подсыхания при длительных наблюдениях объект
следует смачивать физиологическим раствором поваренной соли.

Исследование крови
341
Другие объекты: легкое тритона (Эвальд, 1897), мочевой пузырь
(Гелльстен, 1886), наружные жабры личинок тритонов и особенно
саламандр; части плавника мелких рыб; зародышевые диски птиц на 2—3-й день
насиживания.
1441. При исследованиях кровообращения обращают внимание на
наличие осевого и пристеночного тока, пульсацию в артериях и т. д. При
благоприятных условиях можно видеть обращение тока в капиллярах.
На местах разветвлений капилляров кровяные клетки часто зацепляются
и очень сильно растягиваются (в 2—3 раза по сравнению с их
первоначальной длиной). Освобождаясь, они вновь принимают исходные размеры
(эластичность).
На брыжжейке, а также в легких вследствие подсыхания, температурных
колебаний и т. д. вскоре наступает состояние* которое можно характера
зовать как начало воспаления; между прочим, здесь можно увидеть высе;
ление белых кровяных клеток через стенки сосудов.
Очень обстоятельное изложение способов и приспособлений для
наблюдения тока кровп на холоднокровных животных находим у Клеменсевцча
(1921). О наблюдении поверхностных кровеносных сосудов на живом
человеке см. Б. Вейсс (1921).
Подсчет кровяных элементов
1442. Для подсчета кровяных, элементов служит счетный аппарат
Тома—Цейсса, который состоит из двух смесительных пипеток и счетной
камеры. Смесители представляют собой капиллярные трубочки с
яйцевидным расширением, в котором свободно лежит стеклянная бусинка. Нцже
расширения на каждой трубочке имеются по две отметки с обозначением
0,5 и 1; последняя должна лежать близ расширения. Выше расширения
нанесены, метки 101 и 11. Смеситель с меткой 101 служит для подсчета
красных, а с меткой 11—для подсчета белых кровяных клеток.
Всасывание кровяной капли (о методах взятия капель см. 1293)
производят с помощью резиновой трубочки, снабженной стеклянным
мундштуком. Для более точного отсасывания в последний вкладывают, ватный
тампончик длиной .1 см. Он заменяет любые дорогостоящие и неудобные так
называемые прецизионные отсасыватели. Глубина счетной камеры равна
в точности 0,1 мм. Дно ее разделено на маленькие квадраты, причем каждые
16 квадратов образуют один большой «групповой квадрат», ограниченный
особой системой ,лициц. Длина стороны малого квадрата равна 0,05 мм,
следовательно, его площадь равна 0,05x0,5=0,0025 мм2. Так как высота
камеры составляет 0,1 мм, то объем малого квадрата равняется 0,0025x0,1 =
=0,00025 мм3.
Старые счетные камеры делались клееные, поэтому при их чистке нужно
избегать ксилола, эфира и т. п. Новые камеры сделаны из одного куска без
клея. Их средняя часть разделена желобками на три полоски, из них об$
наружные служат для наложения покровного стекла, средняя же на 0,1 мм
ниже и-имеет большее или меньшее число делений сетки. Новые камеры
легче заряжать и легче чистить.
Выпускаю* камеры с различными сетчатыми делениями. Из
многочисленных модификаций первоначальной сетки Тома наиболее
употребительны сетки Бюркера, Нейбауэра и Тюрка. Очень удобна сетка Брандтаг
е которой, несмотря на отсутствие двойных и тройных линий, достигнуто
s:e же четкое отграничение счетных площадей.
1443. Чистка инструментов. Счетные камеры, а также пипетки, нужно
юдержать в полной чистоте и после каждого употребления сейчас же
промывать. Счетная камера очищается дестиллированной водой, и наждачной

бумагой. Через смесители пропускают, лучше всего при помощи
водоструйного насоса, сперва 1-процентный едкий натрий, затем в большом
количестве воду и, наконец, немного спирта и эфира; после этого высушивают,
пропуская воздух.
Если в смесителе застревают сгустки крови, то его наполняют
40-процентным едким натрием и оставляют лежать полдня. После этого сгусток
легко растворяется при пропускании воды. Переваривание в солянокисйом
растворе пепсина также цриводит к растворению сгустка.
1444. Подсчет красных кровяных клеток.
а. Наполнение смесителя. Предназначенным для подсчета смесителем
тщательно насасывают свежую каплю крови до метки 0,5;. осторожно
вытирают снаружи кончик пипетки и, избегая пузырьков воздуха, досасывают
жидкость для разбавления (см. ниже) точно до метки 101 (небольшой избы7
ток можно удалить осторожным вытиранием кончика смесителяг). Затем
снимают, резиновую трубочку, захватывают пипетку между большим и
средним пальцами и в течение 1 мин.. смешивают содержимое пипетки,
осторожно взбалтывая и избегая образования пены. Расширенная часть скёсиг
теля Содержит теперь кровь в разведении 1 : 200.
При сильной анемии кровь насасывают до метки 1,0. Окончательное
разведение в этом случае 1 : 100.
В качестве жидкости для разведения используют большей частью
жидкость Хейма,(см. 1302).
б. Зарядка счетной камеры. Сразу же после смешения крови ид пипетки
выдувают первые 2—3 капли, следующая капля берется для подсчета.
У прежних клееных счетных камер каплю наносят в середину камёрЫ;
затем сразу же надвигают со стороны края возможно плотнее шлифованное
покровное стекло так, что на краях появляются цветные ныо^онов'ские
кольца, при этом следует избегать пузырей воздуха. В случае новых
неклееных камер сперва плотно накладывают покровное стекло, следя за
цветным эффектом, что очень облегчается небольшим увлажнением боковых
пластинок камеры. Затем на среднюю пластинку, сбоку, у края покровного
стекла, помещают каплю крови, которая в силу капиллярного всасывания
сама заполняет камеру.
в. Подсчет. После зарядки камеру кладут горизонтально и дают
клеткам в течение 3—5 мин. осесть. Затем при среднем, увеличении (примерно
ахромат 40х, окуляр 8х) и сильно суженном отверстии диафрагмы
наставляют фокус на линии сетки, а вместе с тем и на подсчитываемые клетки
крови. В поле зрения устанавливают групповой квадрат и подсчитывают
эритроциты, лежащие в каждом из 16 малых квадратов. Чтобы избежать
двойного подсчета из форменных элементов, лежащих на пограничных
линиях данного малого квадрата, подсчитывают лишь те, которые
расположены на правой или на нижней пограничной линии. Этим путем
подсчитывают эритроциты по крайней мере 80 малых квадратов (5 групповых
квадратов).
г. Вычисление. Вычисление производят по формуле ——-——, где
г—общее число подсчитанных эритроцитов, г;—величина разведения крови
(200 или 100) и q—число подсчитанных малых квадратов; *
д. Обоснование расчета. В основу вычисления в качестве единицы
площади положена площадь малого квадрата, равная 0,0025 мм2. Если в q
малых квадратов подсчитано г эритроцитов, то на 1 квадрат в среднем
приходится rlq эритроцитов. Пространство над одним малым квадратом
составляет 0,00025 мм* (т. е. V4000 ^8)> следовательно, в 1 мм* при взятом раз-
йёдбнйй крови будет — • 4000 эритроцитов. Так как кровь была разведена

Исследование крови
в отношении 1 : 200 (или 1 : 100), то это число нужно еще помножить на 200
'irnz 100). Средняя ошибка метода составляет ±5%; следовательно, при
'-. - «J0 000 эритроцитов допустимы колебания на 250 000.
Пример. В 80 майых квадратах при разведении крови 1 : 200 всего
/ол п 480 - 4000 . 200 , ОПЛЛЛл
подсчитано 480 эритроцитов. Отсюда следует :—=4 800000эри-г
троцитОв.
1445. Сокращенный способ подсчета. При некотором навыке
подсчитывают 8 раз по четыре следующих друг за другом малых квадрата.
Складывают 8 отмеченных сумм и полученную общую сумму множат при
разведении 1 : 200 на 200 000, при разведении 1 : 100 на 100 000.
1446. Для подсчета белых кровяных клеток в лейкоцитный смеситель
насасывают каплю крови до метки 1,0 и разбавляют ее разведенной
уксусной кислотой (см. ниже), досасывая до метки 11,0 (разбавление 1 : 10; лей-
кемическую кровь насасывают лишь до метки 0,5; тогда разбавление 1 : 20).
Затем взбалтывают п заполняют счетную камеру, как в 14446. Счет ведут
прп слабом увеличении (например, при ахромате 10 х) и при маленьком
отверстии диафрагмы, используя лишь большие квадраты со стороной 1 мм
и с площадью 1 мм2; они соответствуют 16 групповым квадратам.
Подсчитывают белые кровяные клетки в нескольких больших квадратах й
полученные величины суммируют.
W •' 10 • V
Вычисление производят по формуле ^ , где W—общее число
подсчитанных белых кровяных клеток, V—степень разведения крови (10 или 20)
и Q—число подсчитанных больших квадратов, у
Пример. В 5 квадратах площадью 1 мм2 каждый, при разведении
крови 1 : 10, всего подсчитано 300 белых кровяных клеток. Отсюда полу-
чается ^ = —= ЬООО белых кровяных клеток.
Жидкость для смешивания состоит из ледяной уксусной кислоты 1,0 см*
и дестиллированной воды 100,0 см* и к ней можно прибавить 1 см*
1-процентного водного раствора генцианового фиолетового. Эритроциты гемо-
лизируются уксусной кислотой и становятся невидимыми, в-то время как
ядра белых кровяных клеток хорошо выделяются. Генциановый фиолето5-
вый служит для окраски ядер. *
Если для отдельных квадратов цифры показывают большие различия,
то это говорит о неправильном приготовлении препарата (неравномерное
смешение, осаждение капель крови, плохое прилегание покровного
стекла и т. п.).
1447. Сокращенный способ подсчета. При точном заполнении счетной,
камеры достаточно подсчитать белые формы в 4 больших квадратах
площадью 1 мм2 каждый (например, в четырех угловых квадратах сетки Тюрка
или Нейбауэра). Общую сумму делят на 4 (при насасывании до 0,5 на 2),
а результаты умножают на 100.
1448. Чтобы установить процентное отношение отдельных видов белых
кровяных клеток, устанавливают описанным выше способом, с одной
стороны, общее количество белых кровяных клеток; с другой стороны, в
одновременно приготовленном и окрашенном подходящим способо?л тонком
мазке просматривают 300—500 белых кровяных клеток и при этом
определяют, сколько из них принадлежит к каждой отдельной группе (нейтро-
фйльные, эозинофильные лейкоциты, лимфоциты и т. д.). Из этих данных
можно вычислить в дальнейшем все числовые отношения.
1449. Подсчет и вычисление совершаются очень просто при
использовании аппарата для подсчета кровяных клеток Метц1а (1914). Аппаратура
состоит из камеры, окуляра и счетной пластинки. Камера нового типа

Глава XVIII
делается из одного куска; вместо сетки она имеет лишь два маленьких
контрольных квадрата, каждый в круге диаметром примерно 4 мм. На уровне
диафрагмы окуляра лежит счетная пластинка, в центре которой находится
ограниченный черным квадрат, разделенный на четыре поля и окруженный
широким светлым кругом. Для использования аппарата необходимо, чтобы
микроскоп был снабжен выдвижным тубусом, который позволял бы
производить правильную наводку окулярной счетной пластинки путем наложения
ее квадрата с черной каймой на контрольный квадрат камеры. Это легко
достигается передвижением тубуса при 40—45-кратном объективе.
Подсчет красных кровяных клеток. Разведение
крови и заполнение камеры, как в 1444. Затем квадрат окулярной сметной
пластинки ставят на 8—10 различных мест круглого поля камеры и каждый
раз подсчитывают лежащие внутри квадрата эритроциты. Полученную
рбщую сумму делят на число сосчитанных квадратов и среднее число
умножают на 200 ООО при разведении 1 : 200 и на 100 000 при разведении 1 : 100.
Подсчет белых кровяных клеток. Разведение и
заполнение камеры, как в 1446. Затем примерно на 5 различных местах
круглого поля камеры подсчитывают белые кровяные клетки, лежащие внутри
белого кольца окулярной счетной пластинки, получают отсюда среднее
число и умножают его при разведении 1 : 10 на 1000 и при разведении 1 : 20
на 2000.
1450. Подсчет кровяных пластинок по Фонио (1912). Сперва берут
обычным путем кровь для^подсчета эритроцитов (см. 1293); затем кончик
пальца обсушивают, а на место укола наносят стеклянной нитью с
наплавленной головкой средней величины каплю 14-процентного раствора
сернокислого магния. Лишь после этого легким надавливанием заставляют
выступить немного крови, которую хорошо перемешивают при помощи
стеклянной нити с раствором соли. Этим предотвращается склеивание пластинок
между собой. Из капли приготовляют обычным способом .ровные мазки
и интенсивно окрашивают по Май—Грюнвальду. Затем на нескольких
полях зрения подсчитывают эритроциты и кровяные пластинки. Когда
будет насчитано 1000 эритроцитов, то получают и относительное число
кровяных пластинок. Абсолютное число тромбоцитов вычисляют по
абсолютному числу эритроцитов, которое определяют по 1444 или 1449.
Точность этого способа подсчета повышается, если вместо одного мазка
изготовлять четыре и на каждом подсчитывать по 250 эритроцитов с
относящимися к ним тромбоцитами.
1451. Тем же способом, как кровяные пластинки, можно
подсчитывать и ретикулоциты (приготовление препарата, см. 1305 —1308).
Нормально на 1000 эритроцитов приходится около 12 ретикулоцитов.
1452. Метод подсчета тромбоцитов по Ленггенхагеру (1935). Сначала
основательно моют и обсушивают рукой кончик пальца, после чего еще раз:
энергично промывают его спиртом или эфиром. Затем наносят глубокий
укол скарификатором. Первую каплю крови удаляют ватным тампоном,
вторую насасывают в смеситель для эритроцитов до метки 1,0 и сразу раз-
.бавляют заранее приготовленным в часовом стеклышке 3,8-процентным
.раствором цитрата натрия до метки 101 и хорошо смешивают, спокойно
побалтывая и покачивая. Первые капли из смесителя удаляют, следующей же
.каплей заполняют обычным образом счетную камеру для эритроцитов.
,По истечении нескольких минут можно начать подсчет кровяных
пластинок; при этом нужно все время пользоваться микрометрическим винтом,
чтобы не проглядеть пластинок, которые благодаря своему малому
удельному весу встречаются во всех слоях камеры. При нерезкой установке-
микроскопа пластинки кажутся черными точками, а при вращении
микрометрического, винта интенсивно отсвечивают зелено-желтым цветом.-

Исследование крови
345>
1463. Ленггенхагер- находил в норме около 285 ООО тромбоцитов в 1 мм*
крови; средняя ошибка ±7% (Людтке, 1941). Если взятие крови
продолжается дольше 15 сек., то из-за начавшегося свертывания крови получают
слишком низкие величины. Слишком высокие величины получают в том
случае, если стерильный 3,8-процентный раствор цитрата натрия, который*
следует хранить на холоду, незадолго перед этим не подвергался
центрифугированию в течение нескольких минут (смешение с кристалликами).
Специальные труды по исследованию крови: Паппенгейм (1919),.
Негели (1931), Домарус (1929), Шиллинг (1933, 1938), Шультен (1939),.
Poop (1940).

Глава XIX
СОЕДИНИТЕЛЬНАЯ ТКАНЬ
ИССЛЕДОВАНИЕ СВЕЖИХ ПРЕПАРАТОВ
Коллагеновая соединительная ткань
1454. Для исследования в свежем состоянии рыхлой соединительной
ткани легко доступным объектом являются тонкие беловатые
соединительнотканные пленки, которые при сдирании кожного покрова (например, у мыши
или крысы) растягиваются между последним' и лежащей глубже тканью
-фасций или мышц. Маленький кусочек такой пленки вырезают тонкими
ножницами, избегая жировой и мышечной ткани, и сразу переносят на
чистое предметное стекло, на котором его быстро растягивают двумя
препаровальными иглами в тончайшую пленочку, состоящую из нежных кол-
лагеновых волокон. При быстрой работе это легко удается и без
прибавления постройней жидкости, так как ткань очень хорошо пристает
к стеклу (метод частичного подсушивания; Ранвье, 1889).
1455. Начинающие часто делают ошибку, беря для исследования
слишком большие куски ткани; в таких случаях для растяжения требуется слишком
много времени и ткань или подсыхает, или остается недостаточно растянутой,
а препарат оказывается слишком толстым для микроскопического
исследования. Если жидкость добавить преждевременно, то ткань снова сжимается.
1456. После растяжения пленки на нее наносят каплю тканевой жидкости
или какого-нибудь индиферентного раствора, служащего в качестве среды
для наблюдения, накрывают покровным стеклом и окантовывают. Чем быстрее
приготовлен препарат, тем лучше результат. Сперва наблюдают неокрашенный
препарат при маленьком отверстии диафрагмы, причем очень отчетливо
выступают кажущиеся слегка коричневатыми коллагеновые соединительно-
утканные волокна. К другому препарату вместо чистого раствора поваренной
•соли прибавляют раствор нейтрального красного или метиленового синего
в физиологическом растворе поваренной соли (1: 1000). Зернышки тучных
клеток вскоре окрашиваются в интенсивно красный или синий цвет. „
Прибавление 1-процентной уксусной кислоты вызывает очень сильное
набухание фибрилл; в конце концов, они делаются настолько прозрачными,
что становятся едва видимыми, зато выступают отчетливо ядра клеток.
1457. Едкий калий, особенно разведенный и горячий, растворяет сухо-
Жильные волокна и фибриллы.
1458. Муциноподобное вещество, склеивающее фибриллы, растворяют
известковой и баритовой водой. Роллетт (1858) рекомендует это как метод
изоляции соединительнотканных фибрилл. Свежие сухожильные волокна
обрабатывают известковой водой 6—8 дней; баритовой водой 4—6 час. Если
подобные препараты желательно законсервировать надолго, то после
окончания мацерации известковую и баритовую воду нужно осторожно
нейтрализовать. Разделение соединительнотканных волокон на фибриллы можно часто
наблюдать и в некротической ткани (Ранвье, 1889).
1459. Большой сальник, например кролика, также весьма пригоден для
исследования волокнистой соединительной ткани (ареолярная ткань). Если
желательно одновременно выявить здесь и эндотелиальные клетки, то произ-

Соединительная ткань
347
водят серебрение но 1280 и докрашивают кармином или пикриновой
кислотой.
1460. Решетчатые волокна лучше всего исследовать в ткани
лимфатического узла или селезенки. Они отличаются от коллагеновых не только своим
характерным ходом, но и тем, что прибавление разведенных кислот й щелочей
не вызывает их набухания. Они не перевариваются в нейтральном или
слабощелочном растворах трипсина, но кислый раствор пепсина их переваривает.
Отлвгёить решетчатые волокна от коллагеновой ткани лучше всего при помощи
методов серебрения (см. также 1525—1555).
1461. Для исследования эмбриональной соединительной ткани
расщепляют кусочки подкожной соединительной ткани куриных или кроличьих
эмбрионов. Студенистую ткань лучше всего брать из пупочного канатика.
1462. Для выявления элементов собственно кожи служит следующий
метод. У только что убитой собаки слегка отделяют кожу и подкожно (вернее
субэпидермально) вводят раствор азотнокислого серебра 1:1000. Образуется
маленький отечный шарик, внутри которого волокна несколько
растягиваются и в растянутом состоянии фиксируются. Вырезанный кривыми
ножницами кусочек такого отечного шарика промывадЬт на йредметном стекле й
расщепляют под лупой. Прибавив к кусочку несколько капель пикрокармина \
можно окрасить ткань на этом же предметном стекле. При этом изолируются,
соединительнотканные пучки, эластические волокна, хорошо фиксированное
соединительнотканные и жировые клетки. На соединительнотканных
волокнах часто видны пробегающие спирально перешнуровывающие волокна,
ведущие себя иначе, чем соединительнотканные фибриллы. Часто получаются
также очень поучительные картины жировых клеток.
Если вместо раствора азотнокислого серебра взять раствор Рингера
i прибавлением небольшого количества нейтрального красного, то мЬя&о
наблюдать еще живые суправитальноокрашенные элементы.
Эластическая ткань
1463. Грубые волокна эластической ткани добывают из выйной связки,
например быка; более тонкие волокна в довольно большом числе имеются
в рыхлой адвентиции крупных сосудов. Наиболее тонкая сеть волокон
находится в брыжжейке, например у кошки, и в Membrana subhyaloidea лягушки
(Логинов, 1912), а также в препарате соединительной ткани, приготовленном
по 1454. Эластическая ткань расщепляется труднее коллагеновой.
Изолированные волокна обнаруживают характерные изгибы. Развитие эластических
волокон очень хорошо прослеживается на-яйцевых оболочках.
Суправитальная окраска более грубых эластических волокон удается
путем прибавления водного раствора трипанового синего, конго красного и т. п.
1464. При прибавлении разбавленной ледяной уксусной кислоты или
едкого калия эластическая ткань не изменяется; в отличие от коллагеновых
волокон эластические очень устойчивы, особенно по отношению к едкому
калию. Это их свойство можно использовать для выявления тонких и
тончайших эластических волокон. Так, например, на тонкую растянутую полоску...
легочной ткани действуют разведенным едким калием; через несколько часов
коллагеновая соединительная ткань, кровь и т. д. растворяются и остаются
лишь тончайшие эластические волоконца, оплетающие альвеолы.
1465. Браун (1932) для изоляции эластической ткани кипятит
соответствующую тканевую пленку 1—2 часа на масляной бане с обратным оттоком
в 30-процентном растворе мочевины. Ткань предварительно растягивается
па подходящей стеклянной основе.
1466. Из многочисленных данных Маллса (1891, 1896 и 1900) о
поведении соединительной ткани по отношению к различным реактивам наДо

348
Глава XIX
особенно отметить следующие: эластические волокна в ледяной уксусной
кислоте (и при кипячении в 20-процентной) не изменяются, они лишь
становятся хрупкими; при кипячении в концентрированной соляной кислоте
эластические волокна быстро распадаются; в 10-процентной кислоте при
обычной температуре они не изменяются* в 50-процентной—растворяются
в течение 7 дней, в концентрированной—уже на второй день. Сперва
растворяется внутренняя часть волокна, затем оболочка волокна. Для обнаружения
последней эластические волокна помещают в концентрированную соляную
. кислоту, которой дают несколько раз вскипеть, после чего волокна вместе
с кислотой выливают в холодную воду. Иногда на оболочках видна
продольная исчерченность, которая указывает на фибриллярное строение.»
Концентрированный едкий калий разрушает волокна в несколько дней*,
слабые растворы—лишь очень медленно; в 1-процентном растворе для этого
требуются месяцы, в 2-процентном—один месяц, в 5-процентном—3 дня,
в 10-процентном—один день, в 20—40-процентном—несколько часов. Слабый
раствор едкого калия даже при кипячении не растворяет эластических
волокон; при этом они не становятся даже ломкими. При кипячении
в 5—10-процентном едком калии изолируются оболочки волокон; то же
происходит в 20-процентном холодном растворе в течение 1—2 дней.
Для показа содержимого волокон и оболочек волокон рекомендуется
окраска маджента красным (крупинка маджента красного на 50 г глицерина
и 50 г воды). Содержимое окрашивается в красный цвет* оболочка волокна
остается бесцветной.
Сухожилия при кипячении становятся короче. Если сухожилие
зафиксировать до кипячения, то укорочения не происходит. Ретикулярная ткань
при кипячении сжимается, затем набухает, а в дальнейшем растворяется.
Ткань сухожилий и ретикулярная ткань сжимаются уже при 72°. Если же
их в течение короткого срока обработать 0,5-процентной осмиевоикислотой,
то сжатие наступает лишь при 95°. После вызванного нагреванием сжатия
ретикулярная ткань очень легко разрушается трипсином и при гниении.
В концентрированной уксусной кислоте и при концентрации ниже 0,05%
волокна сухожилия не набухают. Но при концентрации кислоты; между 0,5
и 25% они набухают; в 25-процентной кислоте они.через 24 часа растворяются..
Муравьиная кислота в сильном разведении, например 0,002-процентная, через
короткое время вызывает набухание сухожильных волокон, (Захариадес).
В соляной кислоте от 0*01 до 6-процентной сухожильные волокна набухают.
В 6—25-процентных растворах они некоторое время остаются совершенно
неизмененными и растворяются лишь в концентрированной кислоте.
10-процентная азотная кислота лишь слегка изменяет объем сухожильных волокон;
0,02-процентная—вызывает наиболее сильное набухание (Захариадес).
Ретикулярная ткань в соляной кислоте набухает при концентрациях доЗ%,
между 3—10% остается неизмененной, а в 25-процентной кислоте* и выше
растворяется через 24 часа. При кипячении в разведенной кислоте сухожилие
растворяется значительно быстрее, чем ретикулярная ткань.
Подробные исследования о поведении свежей коллагеновой,
ретикулярной и эластической соединительной ткани при действии воды, кислот,
щелочей, солей, нагретых пищеварительных ферментов и т. д. см, у А. Эвальда,
1874, 1890г 1919. г-
ИССЛЕДОВАНИЕ СОЕДИНИТЕЛЬНОЙ ТКАНИ МЕТОДАМИ ПЕРЕВАРИВАНИЯ
Общие замечания ; ,
1467. При изучении соединительной ткани, так же как и при некоторых
„других исследованиях, можно с успехом использовать различно^ отноше-
нще отдельных тканевых структур к действию пищеварительных ферцедтов.

Соединительная ткань
349
С:::екное значение имеют при этом пепсин п трппспн, так как прп действии
на гистологический препарат они часто ведут себя противоположным образом.
При переваривании пепсином растворяются коллагеновые волокна
соединительной ткани,' хряща п кости, ретикулярная ткань, роговое вещество
ногтей и ствола перьев. Эластическая ткань длительно противостоит его
действию; нуклеин, нейрокератин, кератин волос, хитин, жир и'углеводы
пепсином не перевариваются.
При трипсиновом переваривании растворяется эластическая ткань,
нуклеины, муцин, н^елатина, хондромукоид и большинство нативных белков.
Напротив, коллагеновые волокна соединительной ткани, хряща и кости,
ретикулярная ткань, роговое вещество, хитин, жир и углеводы не изменяются
или изменяются незначительно.
Большое значение для применения методов переваривания при изучении
соединительной ткани имели исследования Эвальда и Кюне (1874).
1468. На основании такого различного поведения тканей метод
переваривания можно применять как для выявления отдельных частей, так и
для характеристики исследуемых структур. При истолковании полученных
результатов, в особенности при сравнительных исследованиях, следует,
однако, учитывать, что переваривающее действие зависит от целого ряда
факторов. Решающее значение, конечно, имеет происхождение препарата
фермента, так как в зависимости от способа его получения действие, препарата
может существенно отличаться. Для гистологической техники обычно вполне
достаточны имеющиеся в продаже сухие препараты, например Pepsinum
purum, Trypsinum siccum или Pancreatinum purum. Хорошие препараты,
помещенные в эксикатор над серной кислотой, могут сохраняться годами. Для
очень тонких исследований при известных условиях.по Пеккельгарингу
рекомендуется приготовление ферментов: пепсин (1902); трипсин (1913). Об
изготовлении растворов и оптимальной реакции см. 1475 и 1481.
1469. Перед началом опыта активность растворов ферментов испытывают
на хлопьях фибрина. Для пепсина лучше всего употреблять карминовый
фибрин по Грютцнеру, для трипсина используют неокрашенный фибрин или
фибрин, подкрашенный конго красным. Хлопья фибрина при 40° должны
раствориться не позднее чем через 3 часа.
1470. Следует тщательно избегать заражения переваривающей жидкости
гнилостными бактериями, так как из-за них может сильно измениться
активность переваривающей смеси. Поэтому необходимо работать со стерильной
посудой, инструментами п т. д. Переваривающий раствор, конечно, нельзя
стерилизовать нагреванием, так как ферменты при 50° разрушаются. Для
предохранения от гниения прибавляют несколько кубических сантиметров
толуола и хорошо взбалтывают.
1471. Очень существенна предварительная обработка препарата. Лучше
всего производить переваривание свежих, нефиксированных препаратов.
В большинстве же случаев для лучшего сохранения структур ткань
предварительно фиксируют спиртом. В качестве фиксаторов пригодны также
жидкость Карнуа или сулема. Однако необходимо избегать предшествующего
действия жидкостей, содержащих хром, формалин или осмий, так как при
этом сильно изменяется растворимость отдельных тканей в переваривающих
ферментах.
1472. На основании различных данных можно заключить, что известную
роль могут играть также видовая принадлежность животного, возраст и
орган, от которых берется ткань (см. Бьёркенгейм, 1907; Ружичка, 1924).
1473. Переваривание можно производить в кусочке (см. 177) или на срезе.
В последнем случае рекомендуется срезы сперва приклеить (см. 1478) или же
переваривать их еще до удаления парафина или целлоидина (см. 1480);
в противном случае легко могут быть утрачены тонкие структуры.

350
Г Jh а в а XIX
1474. Часто бывает желательно интенсивно окрасить оставшиеся посде
переваривания структуры. В зависимости от вида ткани окрашивают
железным гематоксилином (см. 672), молибденовым гематоксилином (см. 1513),
кислотным фуксином с пикриновой кислотой (см. 707), раствором анилинового
синего—оранжевого (см. 1489), резорцин—фуксином (см. 1560) и т. п.
Переваривание трипсином
1475. Для приготовления переваривающей жидкости растворяют 0,3 г
Trypsinum siccum в 100 см3 3-процентного раствора соды (Na2C03, Natrium саг-
bonicum). Прибавляют 2—3 см3 толуола. Переваривание совершается лучшо
всего при 37—40°.
1476. Так как полное действие трипсина проявляется лишь на
обезжиренных препаратах, то объект следует по возможности освободить от жира,
поместив его предварительно в бензин, эфир и т. п.
1477. Пример переваривания кусочка по Флинту (1902). Кусочки органа
фиксируют по Карнуа; кусочки толщиной 3 мм обезжиривают эфиром в
аппарате Сокслета приблизительно в течение 1 недели. Затем через ряд спиртов
переносят в воду, 24 часа промывают и переваривают в растворе трипсина
(каждые 48 час. раствор обновлять!) при 37° до тех пор, пока не останется
одна лишь соединительная ткань. Продолжительность варьирует; в среднем
весь процесс занимает 1 месяц.
1478. Пример переваривания среза после растворения парафина (по
Вьёркенгейму). Чтобы предохранить препараты от всплывания, необходимо
иметь предметные стекла совершенно чистые и обезжиренные. Их чистят
по 97 или помещают -на 3—4 дня в мыльный раствор. Приклеивают срезц
водой, но не белком с глицерином.
Методика: а) фиксация спиртом или сулемой; б) срезы толщиной
6—8 (л приклеивают водой и помещают в ксилол (3—4 часа), отсюда через
абсолютный спирт на 6—7 дней в бензин (обезжиривание); в) абсолютный
спирт, 96-градусный спирт и на несколько минут в дестиллированную воду;
г) срезы помещают на 24 часа в баритовую воду, которая их разрыхляет и
тем.самым способствует перевариванию (Кольстер, 1911); д) промывают
в проточной воде; е) переваривают в щелочном растворе трипсина (см. 1475)
при 37° в течение 6—24 час; ж) осторожно споласкивают дестиллированной
водой; з) окрашивают гематоксилином Маллори; и) осторожно споласкивают
дестиллированной водой; спирт и т. д.; бальзам.
Продолжительность действия трипсина нельзя заранее определить точно*
так как она колеблется в зависимости от характера препарата, органа,
возраста и т. д.; для получения свободного от других частей остова матки
молодой женщины требуется около 6 час, влагалища старой женщины—3 дня.
Если переваривают дольше, чем это нужно, то соединительная ткань отстает
от предметного стекла. Вообще, чтобы избежать потерь, ополаскивание прет
парата после переваривания нужно производить очень осторожно.
1479. Гель (1897) обезжиривает наклеенные и лишенные парафина срезы
1—3 дня в бензине при 37°; затем через спирт переносит в воду и далее в
переваривающую жидкость, описанную в 1475 (10—24 часа при 37°). После этого
осторождо промывает в проточной воде, протравляет в 0,5-процентном
родном растворе Ferroammonium tartaricum 1—24 часа, затем помещает
ненадолго в воду и на 3—24 часа в 0,5-процентный водный раствор гематоксилина
(зрелый). После этого вода и т. д. Если после отмывки красителя
перекладины остова еще не стали совершенно черными, то препарат снова помещают
на 20—30 мин. в раствор железной соли, который постоянно готовят свежий,
1480. Переваривание, срезов до растворения парафина или целлоидина.
В случае очень нежных срезов, по примеру Джексона, действуют переварит

Соединительная ткань
351
ваюшеп жидкостью до удаления парафина; для этого срезы толщиной 6—8|л
помещают в жидкость или наклеенными, пли, лучше, дают пм на ней свободно
плавать. Однако растворами трипсина действуют дольше, чем обычно (1—
4 дня). Переваренные срезы промывают п до растворения парафина
окрашивают еще железным гематоксилином (1 день железные квасцы, 1 день
гематоксилин; дифференцировка необязательна). Затем после промывки, наклейки
и высушивания срезов растворяют парафин ксилолом и заключают в бальзам.
Переваривание пепсином
1481. Приготовление переваривающей жидкости. 0,1—0,5 г Pepsinum
siccum растворяют в 100 см3 0,2-процентной соляной кислоты. Прибавляют
2—3 см3 толуола.
1482. Переваривание происходит лучше всего при 37—40°. При
переваривании на срезах ход растворения время от времени контролируют под
микроскопом. Как только желательная тканевая структура оказывается
достаточно изолированной, переваривание прерывают промывкой в
дестиллированной воде. В этом случае, как и при трипсиновом переваривании, процесс
можно проводить как на кусочке, так и на срезе. Иногда после
предварительного переваривания пепсином производят дополнительную обработку
трипсином, который в таком случае переваривает также и ткани, обычно длительно
противостоящие переваривающему действию ферментов.
МЕТОДЫ ОКРАСКИ
Окраска коллагеновой ткани
ОКРАСКА ТОТАЛЬНЫХ ПРЕПАРАТОВ
1483. Для окраски фиброцитов и гистиоцитов с их протоплазматичег
скими отростками небольшие кусочки подкожной соединительной ткани
быстро растягивают на предметном стекле, как описано в 1454, и еще до
подсыхания фиксируют, помещая их в жидкость Гелли или Максимова (формалйц
менее пригоден). Через 1—2 часа, в течение 2 час. промывают в воде, проводят
по спиртам возрастающей крепости до 96-градусного спирта, а затем снова
помещают в дестиллированную воду; далее паноптическая окраска по Пап-
пенгейму (см. 1403—1407). Получается так называемый пленочный препарат.
Штиве (1929) рекомендует для окраски таких пленочных препаратов
вместо предложенного В. и М. Мёллендорфами (1926) метода, основанного
на образовании железно-гематоксилинового лака, в качестве лучшей и более
надежной окраски, молибденовый гематоксилин по Гельду (см. 1875),
который при соответствующей зрелости красящего раствора всегда дает
превосходные, ясные картины. Штиве справедливо указывает также на важность
исследования плоскостных срезов.
1484. Ясвоин (1932) помещает исследуемую соединительную ткань сперва
как можно быстрее в формалин (раствор в обычной воде 12 88). Формалин
незадолго до разведения взбалтывают для нейтрализации с углекислой маг-г
незией (5 г на 100 см3) и фильтруют. Уже через 1 час после помещения в
формалин с находящейся на поверхности стекловидно-прозрачной
соединительной ткани вырезают острыми ножницами маленькую полоску, помещают ее
на предметное стекло, обработанное белком, и подсушивают до тех пор,
пока она не начнет растягиваться иглами в тонкую пленочку, не скользя
по стеклу. Сразу после этого препарат помещают в 96-градусный спирт и
затем переносят через спирты нисходящей крепости в дестиллированную
воду. При правильном изготовлении препарат пристает очень хорошо. Для

352
Глава XIX
окраски 1 а гематоксилина растворяют в 100 см3 дестиллированной -воды при
кипячении на малом пламени; раствор оставляют зреть до появления темно-
красной окраски. Около 5 капель его прибавляют к 12 каплям 5-процент-
кого раствора железных квасцов. (Соотношения меняют в зависимости от
.зрелости гематоксилинового раствора; нужно прибавлять максимальное
количество, которое еще не вызывает образования осадка.) Сине-фиолетовый
раствор краски наливают на 15—30 сек., затем препарат переносят в обычную
воду; возможна докрасна; ряд спиртов; карбол-ксилол; ксилол; бальзам.
1485. Расслаивание соединительнотканных оболочек (например, капсул
различных органов). Для этой цели Ниссинг (1935) проводит пленку через
ряд спиртов в абсолютный спирт и распластывает ее, прижимая к хорошо
обезжиренному предметному стеклу. Затем пленке дают немного подсохнуть и,
прежде чем она начнет отставать, обливают раствором целлулоида в
амилацетате (2,0—5,0 : 100), потом подсушивают и повторяют процесс 1—2 раза.
После того как плотно приставший к предметному стеклу препарат высох,
с его края легко отдираются пленочки различной толщины при помощи хорошо
захватывающего пинцета. Изучение в падающем свете оставшегося на пред-
летном стекле кусочка благодаря отчетливо выступающей при этом рельефной
картине дает возможность понять его внутреннюю структуру»
ОКРАСКА СРЕЗОВ
ОКРАСКА СОЕДИНИТЕЛЬНОЙ ТКАНИ ПО МАЛЛОРИ И ЕЕ МОДИФИКАЦИИ
1486. Метод, предложенный Маллрри (1900) для окраски коллагеновой
«соединительной ткани, в настоящее время применяется редко, так как он
превзойден рядом модификаций. Окраска по оригинальной прописи Маллори
проводится следующим образом: а) окраска в 0,1-процентном водном растворе
кислотного фуксина, 3 мин.; б) краткая промывка в воде и фиксация^окраски
1-процентной фосфорномолибденовой кислотой, 3—5 мин.; в) промывка в
воде и 2-минутная окраска в растворе анилинового синего 0,5 г, оранжевого—
2 г, шавелевой кислоты—2 г, дестиллированной воды—100 см3 (раствор,
хранившийся длительное время, кипятят, остужают и фильтруют); г) промывка
в воде, дифференцировка в 96-градусном спирте; абсолютный спирт; ксилол;
канадский бальзам. Фез у_л ь т а т: коллаген и ретикулярная
соединительная ткань отчетливые, темносиние, слизь синяя, эритроциты
красно-оранжевые, мышечная ткань яркооранжевая, нейроглия и ганглиозные. клетки
красно-фиолетовые, хроматин красный до желтовато-коричневого.
На кислотный фуксин спирт вовсе не действует, вода же сильно влияет
t{поэтому фиксируют в фосфорномолибденовой кислоте); анилиновый синий
ведет себя противоположным образом.
1487. При оригинальном методе Маллори окраска удается красивее всего
после фиксации в сулеме или жидкости Ценкера; однако сносные результаты
можно получить и на объектах, фиксированных формалином, спиртом,
жидкостью Буэна или Флемминга, если срезы перед окраской поместить на 20. мин.
г(можно до нескольких часов) в жидкость Ценкера или в 3-процентный раствор
бихромата калия, после чего быстро промыть и красить (Мак-Гилл, 1909).
1488. Метод Маллори с течением времени претерпел многочисленные
изменения, которые должны были преодолеть его недостатки. Из его
модификаций ниже будут подробно изложены методы Гейденгайна, Петерсена,
Домагка и Кроссмона.
1489. Азановая окраска по Гейденгайну (1915). Этот метод значительно
превосходит окраску соединительной ткани по Маллори по стойкости,
четкости окраски и по надежности. Он исключительно хорош как для выявления
коллагеновой соединительной ткани, так и для окраски самых различных

С:*оинчт?.1ъная ткань
353
железгстых тканей, п потому относится к лучшим и наиболее
употребительным методам окраски.
Предварительцая обработка. Окраска азаном, по Гей-
денгайну, лучше всего удается после фиксации жидкостями, содержащими
сулему, например после сулемы с уксусной кислотой, сулемы с трихлорук-
сусной кислотой, жидкости Ценкера и ее модификаций по Гелли, Максимову,
Гельду, кроме того, после жидкости Буэна или Карнуа и многих других.
Даже после простой фиксации формалином при азановой окраске получают
еще хорошие результаты, тогда как оригинальный метод Маллори дает
после формалина неудовлетворительную окраску. Лишь препараты, плохо
отмытые после фиксации в хромовых жидкостях или хромировавшиеся
слишком долго, окрашиваются некрасиво и пятнами. Лучшие результаты
получаются при срезах толщиной 5—7, самое большее 10 р..
Проведение окраски, а) Освобожденные от парафина срезы
помещают из дестиллированной воды в азокармин (приготовление см. ниже;
часто рекомендуется также предварительная обработка срезов анилиновым
спиртом; см. 1490). Окраску производят в" хорошо закрывающемся стаканчике
в термостате при 56—60° в течение 45—60 мин., затем на 5—10 мин. оставляют
охлаждаться при комнатной температуре. При предварительном прогревании
раствора красителя срок- окраски обычно сокращают до 10—15 мин.; б)
споласкивают дестиллированной водой; в) дифференцируют в спиртовом
анилиновом растворе (1 см8 анилинового масла на 1 ^ 90-градусного спирта).
Дифференцируют до тех пор, пока ядра не выступят отчетливо благодаря окраске-
остальной ткани. Процесс дифференцирования можно ускорить, прибавив
к анилиновому раствору небольшое количество дестиллированной воды;
г) быстро смывают анилин уксуснокислым спиртом (1 см8 ледяной уксусной
кислоты на 100 см8 96-градусного спирта), 0,5—1 мин. Этим дифференцировка
прерывается. Если ткань оказывается еще слишком красной, то препарат
помещают обратно в анилиновый спирт; д) протравляют соединительную
ткань в 5-процентном водном растворе фосфорновольфрамовой кислоты,
1—3 часа. Соединительная ткань при этом дифференцируется еще сильнее.
Фосфорновольфрамовая кислота должна быть химически чистой и неразло-
жившейся; е) быстро споласкивают дестиллированной водой; ж) окрашивают
в анилиновом синем—оранжевом—уксусной кислоте (см. ниже) 1—3 часа;
з) быстро промывают в воде, дифференцируют в 96-градусном спирте; затем
абсолютный спирт; ксилол; бальзам. При очень чувствительных тончайших
волокнах опускают промывку в воде и сразу погружают на короткий срок
в 96-градусный спирт.
Результат: коллагеновая и ретикулярная соединительные ткани
окрашены чрезвычайно резко в синий цвет, хроматин красный, мышечная
ткань, в зависимости от фиксации, красноватая до оранжевой. Эритроциты
красные, волокна глии красные, слизь синяя. Зернистость в клетках в
зависимости от ее свойства желтая, красная или синяя. Стойкость препаратов при
тщательном изготовлении очень хорошая.
Приготовление растворов красителей. Раствор
азокармина: 0,1 а азокармина G прибавляют к 100 см8 дестиллированной
воды, недолго кипятят и после охлаждения до комнатной температуры
отфильтровывают сквозь нежесткий фильтр. При этом часть нерастворившихся
очень мелких кристалликов красителя проходит через фильтр, притом именно
в таком количестве, которое растворяется при последующем нагревании
в термостате. Наконец на 100 см8 профильтрованного раствора прибавляют
1 см8 ледяной уксусной кислоты.
Смесь анилинового синего с оранжевым. Растворяют 0,5 а растворимого
в воде анилинового синего и* 2 а оранжевого золотого G в 100 см8
дестиллированной воды, приливают 8 см8 ледяной уксусной кислоты, кипятят и по
23 в. Ромейс

354
Глава XIX
охлаждении фильтруют. Для окраски этот.основной раствор разбавляют
1—3-кратным количеством дестиллированной воды.
Гейденгайн заменил щавелевую кислоту оригинальной смеси Маллори
уксусной кислотой, потому **го она не нарушает окраску азокармином. Эта
смесь красителей сохраняется очень хорошо.
1490. В первоначальной прописи Гейденгайн рекомендовал помещать
срезы перед окраской азокармином в слиртовый анилиновый раствор. Позднее
Гейденгайн опустил эту предварительную обработку как ненужную. В своих
опытах по сравнению окрасок я установил, что после предварительной
обработки анилином обычно все же достигается более яркая окраска ядер.
Получается такого рода последовательный ряд: интенсивнее всего окраска при
предварительной обработке анилином с окрашиванием при 56°; слабее с
окрашиванием при 56° без предварительной протравы; еще слабее действуют анилин
и окрашивание при 19°; слабее всего окрашивание при 19° без протравы.
1491. Вместо азокармина Петерсен (1924) с тем же результатом
употребляет кислотный ализариновый синий (см. 748); при этом продолжительность
окраски можно сократить, а нагревание раствора красителя становится
излишним. Я обнаружил одинаковые результаты при обеих окрасках после
фиксаций формалином, жидкостью Ценкера, Гелли и т. п. После фиксации
смесями с пикриновой кислотой, с сулемой и трихлоруксусной кислотой
предпочтительнее азокарминовый метод Гейденгайна.
Окраска: а) окрашивают 5 мин. в кислотном ализариновом ринем
с сернокислым алюминием (подробности см. 748); б) споласкивают
дестиллированной водой, дифференцируют и протравляют в 5-процентной фосфорно-
вольфрамовой кислоте, от нескольких минут до часа; в) споласкивают
дестиллированной водой; г) окрашивают в неразведенном растворе анилинового
синего—оранжевого—щавелевой кислоты (см. 1486), 2 мин. (или 1—2 часа при
разведении в 2—3 раза); д) быстро споласкивают водой; 96-градусный спирт;
абсолютный спирт; ксилол; бальзам.
1492. Окраска ядерным прочным красным—анилиновым
синим—оранжевым по Домагку (1933). Метод быстрый и простой, но при выявлении* тонких
соединительнотканных волокон и при дифференцировке различных
железистых клеток результаты его далеко не такие, как при азановом методе.
Окраска: а) окрашивают ядра ядерным прочным красным с
сернокислым алюминием (см. 743), 5-мин.; б) споласкивают дестиллированной
водой; в) помещают на 5 мин. в 1-процентный водный раствор фосфорномолиб-
деновой кислоты; в) быстро споласкивают дестиллированной водой; г)
окрашивают в смеси ацилинового синего—оранжевого—щавелевой кислоты
(см. 1486), 2 мин.; д) споласкивают дестиллированной водой; е)
дифференцируют в 96-градусном спирте; абсолютный спирт, ксилол, бальзам.
1493. Модификация Рейзингера по своим результатам еще больше
уступает методу окраски азаном; в этой модификации применяется насыщенный
при нагревании раствор ядерного прочного красного в Liquor alumini acetici.
1494. Окраска гематоксилином—кислотным
фуксином—оранжевым—световым зеленым по Кроссмону (1937). Эта окраска дает хорошие результаты
после большинства фиксаций. Заливка в парафин, освобождение от парафина,
удаление сулемы и т. д., как обычно. О к р а с к а: а) ядра перекрашивают
кислым гемалауном или гематоксилином Вейгерта; если препараты уже через
1 мин. оказываются слишком сильно перекрашенными, так что последующая
дифференцировка в фосфорновольфрамовой кислоте длится необычайно
долго, то рекомендуется красящую смесь разбавить дестиллированной водой;
б) промывают в обычной воде, 10 мин.; в) окрашивают смесью кислотного
Ауксина с оранжевым (см. ниже); 1 мин.; г) хорошо промывают
дестиллированной водой; д) помещают в 1-процентную фосфорновольфрамовую или фос-
форномолибдёновую кислоту до полной дифферёнцировки коллагеновой ткани

Соединительная ткань
(очень важно!). Целесообразно контролировать процесс по адвентиции
сосудов; дифференцировка имеет для-успешного результата весьма важное
значение; если ее прерывать слишком рано, то потом при окрашивании
соединительной ткани получается некрасивое перекрывание тонов. Обесцвечивающее
действие дифференцирующего раствора исчезает довольно быстро. Поэтому
после нескольких серий препаратов раствор следует обновлять; е)' быстро
ополаскивают дестиллированной водой; ж) подкрашивают световым зеленым
или анилиновым синим (см. ниже), 5 мин. Световой зеленый дает более
прозрачную окраску, чем анилиновый синий, в связи с чем юн очень хорошо
окрашивает и более толстые срезы; з) быстро споласкивают дестиллированной
водой; и) дифференцируют в 1-процентной уксусной кислоте до устранения
со всех структур несоединительнотканной природы излишка светового
зеленого или анилинового синего и до появления чистых красных тонов.
Продолжительность дифференцировки обычно 1—5 мин. К дифференцировке уксусной
кислотой относится сказанное выше. Неудачи обычно зависят от
игнорирования этих двух пунктов; к) быстро споласкивают дестиллированной водой;
л) переносят непосредственно в абсолютный спирт (3 порции); ксилол, баль-т
зам. Результат: ядра черно-коричневые. Цитоплазма и мышечная ткань
красные, эритроциты оранжевые, соединительная ткань зеленая или
соответственно синяя. Оранжевая окраска эритроцитов красивее всего выступает
после фиксации по Ценкеру или Гелли. При обезвоживании в абсолютном^
спирте, даже при длительном его действии, не происходит дальнейшей
потери краски; это, видимо, зависит от предварительной обработки уксусной
КИСЛОТОЙ.
Приготовление растворов красителей: а)
кислотного фуксина 1 г, оранжевого 0,4 г, дестиллированной воды 300 см3, ледяной
уксусной кислоты 3 см3, кристаллов тимола 0,2 г; б) светового зеленого 1 г,
дестиллированной воды 100 см3, ледяной уксусной кислоты 1 см3; в)
анилинового синего 2 г, дестиллированной воды 100 см3, ледяной уксусной кислоты
1 см3.
трехцветная окраска maccoha и ее модификации
1495. Очень хорошие результаты дает трехцветная окраска Массона, осот
бенно часто употребляющаяся во Франции. Правда, наиболее тонкие
соединительнотканные волоконца окрашиваются в ней несколько менее резко,
чем при окраске азаном, зато цитоплазма при методе Массона благодаря
резкой окраске и контрасту с черными ядрами видна лучше. Таким образом,
оба метода очень хорошо дополняют друг друга. Можно также вполне
рекомендовать предложенные Валляртом и Гольднером модификации
оригинального метода Массона, которые упрощают процесс окраски. Сохранность
препаратов отличная.
1496. Оригинальный метод Массона. Фиксация по Буэну, Ценкеру^.;
Гелли, Максимову, Штиве, Карнуа и т. п. Заливка в парафин. Окраска:,
а) срезы протравляют в 5-процентном растворе железных квасцов, 24 часш
или 30 мин. при 50°. Вместо длительной окраски железным
гематоксилином часто достаточна простая окраска ядер железным гематоксилином;
Вейгерта (см. 677), 2 — 3 мин. (так как при коротком сроке окраски окра*
шиваются одни лишь ядра, то этот способ выгоден в том отвошении, что
часто дает еще более ясные препараты); б) споласкивают
дестиллированной водой; в) окрашивают в гематоксилине Рего (см. 988), 24 часа или
30 мин. при 50°; вместо кислотного фуксина можно окрашивать 1-про^
центным раствором.ксилидпнового пунцового, на 100 см3 которого
прибавляют! сие3 ледяной уксусной кислоты. Еще больше советует Массой окраску
пунцовым—кислотным фуксином—смесь 3 частей раствора пунцового и ,1
части раствора кислотного фуксина; г)^ споласкивают рестиллирЪванноч
23!>

356 &ла*а XIX
водой, и дают ей хорошенько стечь; д) дифференцируют в
2,5-процентных железных квасцах или, лучше, в пикриновокислом спирте
(2 части насыщенного спиртового раствора пикриновой кислоты и 1 часть
96-градусного спирта; до тех пор, пока останутся окрашенными одни
ядра; е) промывают в проточной воде, 10 мин.; ж) окрашивают 5 мин.
в смеси: кислотного фуксина 1 а, дестиллированной воды 100 см*,
ледяной уксусной кислоты 1 см*; з) споласкивают дестиллированной водой;
и) положенное горизонтально предметное стекло покрывают 1-процентной
фосфорномолибденовой кислотой (химически чистой, неразложившейся!)
5 мин., в которой соединительная ткань обесцвечивается, а цитоплазма
остается красной; к) сливают кислоту и без промывки каплями наносят на
стекло насыщенный водный раствор анилинового синего, на 100 см* которого
прибавляют 2,5 см* ледяной уксусной кислоты. Предметное стекло наклоняют
то в одну, то в другую сторону, чтобы остатки фосфорномолибденовой кислоты
смешались с анилиновым синим, 2—5 мин.; л) споласкивают дестиллированной
водой; м) дифференцируют 1-процентной уксусной кислотой, чтобы удалить
избыток анилинового синего и фосфорномолибденовой кислоты. Срок
варьирует, 1—30 мин.; н) погружают в подкисленный абсолютный спирт (0,1 см*
ледяной уксусной кислоты на 100 см* спирта); погружение в уксуснокислый
спирт большей частью излишне; о) абсолютный спирт; ксилол; бальзам с
прибавлением салициловой кислоты (см. 844). Результат: ядра, некоторые
секреторные гранулы, центросомы черные; цитоплазма кирпично-красная;
волокна глии красные; коллагеновая соединительная ткань интенсивно
синяя. При употреблении цедакса прибавлять салициловую кислоту не
нужно.
1497. Трехцветная окраска по Валлярту и Уэтту (1930).
а. Трехцветная окраска с анилиновым синим. Наклеенные парафиновые
срезы толщиной 5 р освобождают от парафина и промывают в проточной,
а потом в дестиллированной воде. Затем наносят 1—3 капли железного
гематоксилина Вейгерта (см. 677), сразу же прибавляют 5—10 капель красочной
смеси а (см. ниже) и несколько раз наклоняют предметное стекло то в одну,
то в другую сторону. Через 5 мин. споласкивают дестиллированной водой*
и помещают в 1-процентную уксусную кислоту. Еще через 5 мин. срезы
обезвоживают в абсолютном спирте, который наливают каплями на поставленное
наклонно предметное стекло. Ксилол, салициловый бальзам или цедакс.
Красящую смесь а составляют из пунцового фуксина' (20 см*),
1-процентной фосфорномолибденовой кислоты (10 од8), анилинового синего,
насыщенного на 2,5-процентной уксусной кислоте (1,5 см*). Приготовление пунцового
фуксина см. 1496.
б. Трехцветная окраска со световым зеленым: а) ядра окрашивают
2—4 мин. железным гематоксилином Вейгерта; б) промывают в проточной
.воде; в) капают красочную смесь б (см. ниже), 5 мин.; г) споласкивают
дестиллированной водой; д) помещают в 1-процентную уксусную кислоту, 5 мин.;
е) обезвоживают и т. д., как указано выше.
Красящан смесь б состоит из 0,5-процентного кислотного фуксина
(получается разбавлением 1-процентного раствора равным количеством
1-процентной уксусной кислоты) 20 см*, 1-процентной фосфорномолибденовой
кислоты 10 см*, 1-процентного светового зеленого 10 см*.
1498. Модификация трехцветной окраски Массона по Гольднеру (1938):
а) окрашивают ядра железным гематоксилином Вейгерта (см. 677), 1—2 мин,
(не прокрашивать!); б) промывают в проточной воде, 10 мин.; в) окрашивают
кислотным фуксином—пунцовым—азофлоксином или пунцовым—фуксином—
азофлоксином (см. ниже), 5 тага, или дольше; г) споласкивают в 1-процентной
уксусной Кислоте; д) дифференцируют в фосфорномолибденовой кислоте с
оранжевым (см. ниже) от 15 сек. до 30 мин.; важно, чтобы соединительная ткань

Соединительная ткань
357
полностью обесцветилась; ато легко проследить по поведению адвентиции
сосудов. Обычно для этого достаточно нескольких минут; е) быстро споласг
кивают в 1-процентной уксусной кислоте; ж) докрашивают световым зеленым
(см. ниже), 5 мин.; з) промывают 5 мин. в 1-процентной уксусной кислоте;
и) абсолютный спирт (3 порции); ксилол; бальзам. Результат: ядра
коричневато-черные, цитоплазма кирпично-красная, эритроциты оранжево-
желтые, соединительная ткань и слизь зеленые.
Окраска особенно хорошо удается после фиксации по Буэну; она не
рекомендуется после фиксации по Карнуа (Ромейс).
Приготовление растворов красителей: а) ксили-
динового пунцового 0,2 а, кислотного фуксина 0,1 а, дестиллированной воды
300 см3, ледяной уксусной кислоты 0,6 см3; б) азофлоксина 0,5 а,
дестиллированной воды 100 см3, ледяной уксусной кислоты 0,2 еле8; в)
пунцовый—кислотный фуксин—азофлоксин состоит из 5—10 см3 раствора Массона пунцового
с кислотным фуксином (см. 1469), 2 см3 указанного выше раствора азофлоксина
и 88 см3 0,2-процентной уксусной кислоты; г) фосфорномолибденовой кислоты
(или фосфорновольфрамовой) 3—5 г, дестиллированной воды 100 см3,
оранжевого G 2 г; д) светового зеленого 0,1^-0,2 а, дестиллированной воды 100 см3,
ледяной уксусной кислоты 0,2 см3.
МЕТОД ОКРАСКИ ПАЧИНИ И ЕГО МОДИФИКАЦИИ
1499. Оригинальный метод Начини (1905). Метод дает резкие контрасты
в окраске между соединительной тканью и остальными тканевыми структурами.
Как и метод Унна с водным голубым и орсеином (см. 1290), метод Пачини дает
хорошие результаты в тех случаях, когда нужно отличить эпителиальный
сетчатый остов от мезенхимного. Фиксация спиртом, формалином, сулемой,
по Ценкеру, Гёлли, Максимову, Штиве и т. д. Заливка в парафин или целлоиг
дин. Окраска: а) срезы из воды переносят на 10 мин. в 2-процентный
раствор фосфорновольфрамовой кислоты; б) быстро споласкивают
дестиллированной водой; в) окрашивают 15—20 мин. в следующей смеси: водного
голубого с орсеином (см. 1500) 10 капель, 2-процентного раствора эозина в
50-градусном спирте 12 капель, насыщенного водного раствора кислотного фуксина
1 капля и нейтрального глицерина 5 капель; г) помещают в дестиллированную.
воду; д) дифференцируют в абсолютном спирте; е) погружают в 2-процентную
фосфорновольфрамовую кислоту (несколько секунд); ж) абсолютный спирт;
ксилол; .бальзам. Результат: коллагеновая соединительная ткань резко
синяя; цитоплазма светлосиняя; ядра, эпителиальные волокна и кератоги-
алин красные; кератин желто-красный.
Я определил объемы капель и нашел для приведенных выше количеств
следующие величины: водный голу бой —орсеин 0,3 см3; эозин 0,3 см3;
кислотный фуксин 0,04 см3; глицерин 0,25 см3. Для приготовления смеси я соединяю
100-кратные количества: 30, 30, 4 и 25 см3.
1500. Приготовление водного голубого—орсеина по Унна. Раствор а: 1 г
водного голубого в 100 см3 дестиллированной воды. Раствор б: 1 а орсеина-
в 50 см3 абсолютного спирта; к этому прибавляют 5 см3 ледяной уксусной
кислоты и 20 см3 глицерина; затем растворы а я б смешивают.
1501. Имеется еще второй раствор водного голубого—орсеина по Унна,
содержащий эозин (см. 1290), который, однако, непригоден для метода
Пачини.
-7502. Модификация метода Пачини по.Вальтеру (1929). Этот метод дает
очень резко выраженное отличие коллагеновой соединительной ткани от
цитоплазмы. По сравнению с методом Массона его недостаток состоит в том, что
получается малый контраст между ядром и цитоплазмой, так как оба они
окрашиваются в красный цвет. Фиксировать лучше всего в жидкостях,

358 Глава XIX
, s —.
содержащих сулему (напримерг по Ценкеру, Гелли, Максимову, Штиве, Гейденг
гайну) или по Карнуа. Заливка в парафин. Толщина срезов лучше всего не
более 5 р., О к р а с к а; а) срезы, освобожденные от парафина обычным путем,
из дестиллированной воды помещают в 2,5-процентный раствор железных
квасцов; срезы толщиной 2—4 р—на 24 часа, для более толстых достаточно
1—2 часа; б) споласкивают в дважды сменяемой дестиллированной воде;
в) помещают в красящую смесь Пачини; срезы толщиной 2—4 р. на 24 часа,
более толстые от 5 мин. до 1 часа; г) промывают в обыкновенной воде.
Дифференцируют в 96-градусном спирте до прекращения отдачи облачков краски.
Абсолютный спирт; ксилол; бальзам. Результат: коллагеновые волокна
интенсивно синие, цитоплазма до тончайших ее отростков интенсивно карми-
яово-красная. Секреторные зерна, в зависимости от их природы, синие,
фиолетовые, красные, желтые или зеленые. Слизь яркого азурово-синего цвета.
Приготовление красящей смеси Пачини см. 1499.
1503. По второй модификации Вальтера (1930) смешивают 2 части
красящей смеси с 1 частью 2-процентного раствора железных квасцов. Через 24 часа
смесь фильтруют. Срезы из дестиллированной воды поступают сразу в
красящий раствор, без предварительной протравы, срезы толщиной 5—7 [х—
на 5—10 мин., более тонкие—сроком до 24 час. По моему опыту, следует
предпочесть применение растворов в отдельности, по 1502.
1504. Окраска азокармином и по Пачини. Когаши (1937) на
целлоидиновых срезах комбинирует окраску азокармином с окраской по Пачини.
По сравнению с окраской азаном преимущество этого метода состоит в том, что
целлоидин остается бесцветным. О к р а с к а: от а) до г) проводят, как в
1489\ д) 5-процентная фосфорновольфрамовая кислота, 30—60 мин.; е)
ополаскивание дестиллированной водой; ж) окраска в растворе Пачини,
продолжительность варьирует в зависимости от препарата; з) дифференцировка
в 95-градусном спирте; и) карбол-ксилол 30 сек.; .ксилол; бальзам.
ОКРАСКА СОЕДИНИТЕЛЬНОЙ ТКАНИ СИНЕ-ЧЕРНЫМ, НИГРОЗИНОМ,
ТИАЗИНОМ И Т. П.
1505. Хорошие и очень прочные препараты дает окраска сине-черным
% с пикриновой кислотой (Гейденгайн, 1908b). Эта окраска очень четко
выявляет волокна сетчатого остова, базальные мембраны, лежащие внутрикле-
точно фибриллы, особенно после фиксаций сулемой, «субтрп», спиртом,
жидкостями Орта и Гелли. Клеточные границы, особенно на эмбриональном,
материале, также становятся очень отчетливыми. Сперва окрашивают квасг
цовым кармином, ядерным прочным красным и т. п., а затем под контролем
микроскопа окрашивают прогрессивно в смеси: сине-черного В 1 г;
концентрированного водного раствора пикриновой кислоты 400 см3; метилового
спирта 80 см3; дестиллированной воды 320 см3. Красящий раствор сохраняется
неограниченно долго. Для окраски лучше разбавить раствор равным объемом
воды. Результат: соединительная ткань резко окрашена в черный цвет,
хрящ серо-синий, мышцы желтоватые, желток желтый, эритроциты тоже
желтые, ядра красные.
1506. Сходно действует предложенная Фриборном окраска пикро-нигро-
зином, которую Шаффер (1899) рекомендует для обнаружения тончайших
поверхностных пленочек. Срезы, приклеенные водой, окрашивают в
течение 30 мин. или дольше в смеси 90 см3 насыщенного водного раствора
пикриновой кислоты и 10 см3 1-процентного водного раствора нигрозина; затем
промывка; спирт; ксилол; бальзам. Результат: соединительная ткань
сине-черноватая, мышечные волокна серо-зеленые.
, 1507. После окраски ядер гематоксилином лучше, чем эозин, подходит
для выявления соединительнотканных волокон концентрированный раствор

Соединительная ткань
359
хромотропа 2R на 96-градусном спирте (можно подкислить, прибавив 1 каплю,
ледяной уксусной кислоты на 100 см3 раствора красителя). Если окраска
достаточна, споласкивают абсолютным спиртом; ксилол; бальзам (Гейденгайн,
1905(1 и 1908а). Краситель окрашивает очень чисто и прочно. По Гейденгайну,
окраска железным гематоксилином предпочтительнее, чем окраска бензо-
световым бордо (см. 676).
1508. Шиффердеккер (1921) использует для окраски соединительной ткани
в качестве особенно элективного метода метод Каллейа (см. 715). При помощи
этого метода он различает окрашивающуюся соединительную ткань (хромо-
фйльную) и неокрашивающуюся (хромофобную). Вторая соответствует аргенг
тофильной соединительной ткани, резко чернящейся при .методах серебрения,
в то время как первая при этом получается коричневатого цвета.
1509. Окраска тиазиновым красным—пикриновой кислотой по Гейденгайну
(Нейберт, 1922). Для толстых срезов (20 р. и более) окраска азаном не годится,
так как она окрашивает слишком густо. Для таких срезов рекомендуется
следующий метод, при котором даже толстые срезы остаются вполне
прозрачными; более тонкие срезы также окрашиваются красиво (см. также 710).
По сравнению с испытанным методом Ван-Гизона и его модификациями
(см. 707) преимущество окрасок тиазиновым красным в их значительно
большей устойчивости. Тончайшие волоконца азановый метод выявляет лучше.
Фиксация в «суза», формалине, по Буэну, Гелли, Штиве, Карнуа и т. п.
О к р а с к а: а) интенсивно окрашивают ядра железным гематоксилином,
гематоксилином Делафильда или Вейгерта; б) основательно промывают
проточной водой; в.) окрашивают тиазиновым красным—пикриновой кислотой
(см. ниже) до появления интенсивной прокраски коллагеновой ткани; г) быстро
ополаскивают дестиллированной водой; д) тщательно отмывают избыток
пикриновой кислоты 96-градусным спиртом (важно для устойчивости!);
е) абсолютный спирт; ксилол; бальзам.
После переноса в ксилол срезы подщелачивают, помещая их на короткий
срок в сосуд, на дно которого налито несколько капель нашатырного спирта.
Смесь тиазинового красного с пикриновой кислотой: дестиллированной
воды 200 см3, 0,5-процентного водного раствора тиазинового красного 90 см3,
насыщенного водного раствора пикриновой кислоты 10 см3, 96-градусного
спирта 30 см3.
1510. Очень красивую яркую желтую окраску коллагеновой
соединительной ткани дает суконный прочный желтый по методу Валлярта (см. 712).
1511. Для одновременного выявления соединительнотканных фибрилл
и мптохондрпев Фредерпксе (1917) фиксирует по Альтману или Бенда, затем
окрашивает кислотным фуксином на анилиновой воде и дифференцирует
спиртовым раствором пикриновой кислоты (см. 991). После этого окрашивает
смесью из 9 частей насыщенного спиртового раствора пикриновой кислоты
и 1 части раствора нафтолового черного В (1 г на 80 см3 воды и 20 см3
глицерина).. Результат: митохондрии красные, соединительнотканные
фибриллы синие.
1512. Очень трудна в большинстве случаев обработка сухожильной
ткани. М. Гейденгайн (1913) для целей преподавания высушивает сухожилья,
приготовляет бритвой срезы и, дав им снова набухнуть в воде, окрашивает,
рутением красным.
ОКРАСКА СОЕДИНИТЕЛЬНОЙ ТКАНИ ГЕМАТОКСИЛИНОМ
1513. Окраска молибденовым гематоксилином по Маллори* Фиксация
по Ценкеру или Гелли. Парафиновые срезы помещают на 12—24 часа в
молибденовый гематоксилин (при 54° достаточно ужа. 2—3 час). Ополаскивают
дестиллированной водой и дифференцируют 96-градусным спиртом. Затем

360-
Глава XIX
абсолютный спирт; ксилол; бальзам. Соединительнотканные волокна тем-
носиние-, но не столь резкие, как при методе Билыповского.
Приготовление: гематоксилина 1 г, фосфорномолибденовой кислоты 2 г,
дестиллированной воды* 100 см3. Раствор должен созревать в течение нескольких недель.
При прибавлении 5 см3 1-процентного раствора перманганата калия он сразу
годен к употреблению.
1514. Метод Рибберта по модификации Гютера (1911). Срезы
препаратов, фиксированных любым способом, помещают (можно после
предварительной окраски кармином) на 15—30 сек. в 10-процентную фосфорновольфрамо-
вую кислоту, основательно ополаскивают водой и окрашивают фосфорноволь-
фрамовым гематоксилином (см. ниже). После этого срезы в течение 10—20 мин.
синят в часто сменяемом 50-градусном спирте, а затем переносят через
абсолютный спирт (10—15 мин.) в ксилол и бальзам. Результат:
соединительнотканные волокна яркосиние до черно-синих.
Приготовление фосфорновольфрамового
гематоксилина (по Шуенинову): гематоксилина 1,75 г, кристаллической
карболовой кислоты 5 г, 10-процентного водного раствора фосфорновольфрамо-
вой кислоты 10 см3, дестиллированной воды 200 см3. Раствор должен созревать
на солнечном свету несколько месяцев. Рибберт вместо фосфорновольфра-
мовой кислоты берет такое же количество фосфорномолибденовой кислоты.
1515. Метод Вероцаи. Приклеенные срезы от объектов, фиксированных
любым способом (при парафиновой заливке после удаления парафдна),
основательно промывают в воде и протравляют в течение 10—24 час. при 46°
в. 1-процентном водном растворе хромовой кислоты. Длительность
протравления варьирует в зависимости от органа и фиксации. Затем, после двукратного
споласкивания их водой, 0,5—2 часа окрашивают в неразведенном
гематоксилине Делафилъда. После короткой промывки в воде возможна контрастная
подкраска эозином, ауранцией, оранжевым и т. п. Спирт; ксилол; бальзам.
Результат: соединительнотканные волокна сине-черные. По Вероцаи,
неудачи бывают главным образом из-за недостаточно долгого пребывания
срезов в воде перед хромированием; в случае же целлоидиновых срезов еще
и потому, что объект насаживается на блоки из материала, отдающего в спирт
вещества, вредящие окраске (например, деревянные блоки).
1516. Об окраске соединительной ткани молибденовым гематоксилином
по Клара см. 687.
Импрегнация аргирофильной и коллагеновой ткани
солями металлов
1517. Нижеследующие методы необходимы для выявления определенных
элементов соединительной ткани (аргирофильных или решетчатых волокон).
Эти методы делают указанные волокна исключительно четко й ясно видимыми,
окрашивая их в глубокиц черный или коричнево-черный тон. Однако, кроме
аргирофильных волокон, могут чрезвычайно отчетливо импрегнироваться
и обычные коллагеновце соединительнотканные волокна вплоть до тончайших
волоконец; часто удается получить аргирофильную и коллагеновую
соединительные ткани, окрашенные в различные тона. ,
1518. Эти способы берут свое начало от метода Билыповского, который
он рекомендовал для выявления нейрофибрилл центральной нервной системы
и опубликовал в 1904 г. Вскоре после этого Мареш (1905) применил метод
Билыповского, не изменяя его, и для импрегнации решетчатых волокон
и тончайших соединительнотканных фибрилл. Билыповский (1905) также
наблюдал одновременную импрегнацию соединительной ткани и поэтому
предложил небольшую модификацию метода специально для периферических
нервных волокон, при которой получается разница в тоне окраски соедини-

Соединительная ткань
тельной ткани и осевых цилиндров. С тех пор метод Бплыповского стал
важнейшим способом выявления как аргирофпльной соединительной ткани, так
и нейрофибрилл. При этом было создано большое число модификаций метода,
которые ставили своей целью частью повышение эффективности и надежности
метода, частью упрощение техники. Лишь значительно позднее занялись
разъяснением и экспериментальным обоснованием теоретических основ этой
методики, что не закончено еще и до сих пор. '
МЕТОД БИЛЫПОВСКОГО ДЛЯ ВЫЯВЛЕНИЯ
СОЕДИНИТЕЛЬНОЙ ТКАНИ И ЕГО МОДИФИКАЦИИ
ПРЕДВАРИТЕЛЬНЫЕ ЗАМЕЧАНИЯ
1519. Предварительным условием получения хороших результатов
являются педантичная чистота п строгое соблюдение прописей. Даже
незначительные отклонения могут дать иные результаты или привести к неудаче.
Стеклянные сосуды п пипетки, используемые для метода импрегнирования,
должны служить только для этой цели и
употребляться всегда только для одних и тех же растворов.
Они должны быть совершенно чистыми. Для мытья
их помещают в смесь бихромата калия с серной
кислотой (см. 97), основательно промывают сначала в
проточной и, наконец, в дестиллированной воде. Сосуды
следует сразу после употребления вымывать и
ополаскивать дестиллированной водой. Ненаклеенные
срезы можно переносить из раствора в раствор
только стеклянной палочкой.
1520. Осадки часто могут образовываться из-за
того, что, например, при переносе среза из
раствора а в воду б, а отсюда в раствор в часто не думают
о чистоте стеклянной палочки и с ней переносят в
в следы жидкости а. Поэтому после переноса среза
из а в б лучше сменить палочку и уже новой
перенести срез из б в в. Использованные стеклянные
палочки ставят в стакан с часто сменяемой
дестиллированной водой и перед употреблением вытирают.
1521. Очень важно .также работать с совершенно
чистыми химикалиями. Лучше всего употреблять
препараты для анализа (обозначения см; 1527).
Само собой понятно, что используемая дестиллированная вода должна быть
лишена примесей. Ее предварительно проверяют, прибавляя несколько
капель 5—10-процентного раствора азотнокислого серебра.
При неудачах, получающихся даже при строгом соблюдении прописей,
рекомендуется употребляемую дестиллированную воду дестиллировать еще
раз в стеклянной посуде, предварительно прибавив к ней несколько капель
раствора перманганата калия. Для этого применяется аппарат для
перегонки Рихарда, так как его не нужно закрывать пробкой и поэтому он очень
удобен в работе. Принцип аппарата показан на рис. 21. Соединение между
колбой и трубкой холодильника автоматически замыкается конденсационной
водой сразу же после нагревания воды в колбе. Целесообразно взять трубку
холодильника из кварцевого стекла.
1522. Особенно тщательно следует приготовлять раствор аммиачного
серебра (см. 1527 'и 1535). Раствор должен быть совершенно прозрачным.
Мутным раствором пользоваться нельзя, так как оц неминуемо приводит
к образованию 'йа препарате осадков.
Рис. 21. Соединение
колбы для перегонки с
холодильником, по
Рихарду:
1—кварцевая трубка;
2—холодильник Либиха;
3—шейка 2-литровой
плоскодонной колбы.

Глава XIX
Едкий натрий, используемый для приготовления аммиачного серебра,
хранят в склянке с резиновой пробкой. Щелочь не переливают, а берут
пипеткой. Аммиак капают из маленькой капельницы (см. 623), которую наполняют
из запасной склянки.
1623. Для воздействия аммиачным раствором серебра препараты можно
поместить в наполненный раствором стаканчик для окраски. При более
кратковременном действии (приблизительно до 30—60 мин.) лучше капать раствор
на препарат при помощи пипетки или капельницы (около 1 см3). Для этого
предметное стекло кладут горизонтально в чашку Петри на две изогнутые
под прямым утлом параллельные стеклянные палочки и сразу закрывают
крышкой. Кроме цотребления меньшего количества реактива, нанесение
каплями выгодно тем, что каждый срез получает неиспользованный еще раствор.
1524. Возможность применения и надежность метода Билыповского
существенно увеличились после того, как Пердрау (1921) впервые
порекомендовал предварительно обрабатывать препараты перманганатом калия и
щавелевой кислотой. Благодаря этому стало возможно получать надежные и
хорошие результаты не только после фиксации формалином, но и после многих
других общеупотребительных методов фиксации. Другое преимущество такой
предварительной обработки состоит в том, что после нее метод Билыповского
удается на приклеенных, освобожденных от парафина парафиновых срезах
не хуже, а может быть, и лучше, чем на замороженных срезах. Парафиновый
метод заливки полезен не только при наличии разрозненных и легкораспадаю-
щихся тканей, он выгоден также тем, что дает возможность получить
ровные, расправленные срезы меньшей и равномерной толщины. После указанной
выше предварительной обработки целлоидиновые срезы также можно
использовать для импрегнации серебром.
МЕТОДИКА
1525. Импрегнация серебром по Билыиовскому на приклеенных
парафиновых срезах.
Подготовка. Парафиновые срезы толщиной 5—10 ja наклеивают
разведенным белковым раствором на совершенно обезжиренные предметные
стекла; после подсушивания их переносят через ксилол и ряд спиртов в дестил^-
лированную воду.
Предварительная обработка: а) срезы помещают на
3 мин. в 0,25-процентный раствор перманганата калия; б) ополаскивают
дестиллированной водой; в) 1-процентный раствор щавелевой кислоты,
5 мин.; г) 1—2 часа промывают в дестиллированной воде, которую сменяют
5—6 раз.
После такой предварительной обработки методика удается при многих
обычных способах фиксации, как, например,при фиксации спирт—формалином,
. но Буэну, Карнуа, Гейденгайну, Гельду, Гелли, Максимову, Штиве, Ценкеру
и другим. Отдельные авторы рекомендуют различные сроки действия
перманганата калия и щавелевой кислоты; отсюда следует, что продолжительность
обработки можно варьировать без вреда. Вместо щавелевой кислоты
употребляют, как указано в 1533, 1-процентный раствор метабисульфита калия
(1 мин.); это выгодно тем, что потом достаточно промывать 1 мин. в обычной
воде и затем в двух порциях дестиллированной воды.
Импрегнация серебром.
а. Срезы помещают на 24 часа в 2-процентный раствор азотнокислого
серебра.
Можно импрегнировать и дольше, однако в таком случае ядро и
цитоплазма при дальнейшей обработке очень легко принимают интенсивный
коричневый оттенок. '

Соединительная ткань
363
б. На короткий срок погружают последовательно в два стаканчика с
дестиллированной водой (в общем на 3—5 сек.), шевеля при этом предметным
стеклом в воде.
Если срез остается в дестиллированной воде слишком долго, то никакой
импрегнации, волокон уже не полупится.
в. Аммиачный раствор серебра, 5—10 мин. Раствор каждый раз нужно
готовить свежим (по 1527) и капать его на предметное стекло указанным
в 1523 способом.
г. Сливают раствор серебра и на короткий срок препарат последовательно
погружают в 2 стаканчика с дестиллированной водой (в общем на 5—10 сек.).
Важно! При слишком длительной промывке импрегнация получается
неполной.
д. Помещают в формалин (1 часть 40-процентного нейтрального
формалина и 9 частей обычной воды) на 5 мин. (срезы очень быстро окрашиваются
в аспидно-серыи черноватый цвет).
е. Промывают в обычной воде, 15 мин.
ж. Переносят через дестиллированную воду в разбавленный раствор
хлорного золота (5 капель 1-процентного водного раствора хлорного золота
на 10 см3 дестиллированной воды и 2 капли ледяной уксусной кислоты)
на 5—15 мин.
В растворе золота препараты становятся светлее, так как коричневая
подкраска клеток исчезает, цвет же импрегнированных волокон из темноко-
ричневого переходит в интенсивно черный.
з. Фиксируют в 5-процентном гипосульфите, к 100 см3 которого
прибавляют 10 капель концентрированного раствора кислого сернисто-кислого
натрия, 30 сек.
При слишком длительном действии резкость импрегнации тонких
волокон снижается.
и. Очень тщательно промывают в проточной воде или часто сменяемой
обычной воде, 0,5—2 часа; обезвоживают в спиртах возрастающей крепости;
ксилол; бальзам.
Результат: решетчатые волокна необычайно резко выделяются
интенсивной черной окраской. Коллагеновые соединительнотканные волокна
импрегнированы или в коричневатый или в серо-черный цвет. Широкие
соединительнотканные пучки окрашены большей частью с более
коричнево-фиолетовым оттенком. Ядра и цитоплазматическая зернистость часто имеют
коричневатый или черный тон.
Без золочения и фиксации препараты сохраняются лишь недолго, так
как серебро осаждается в форме, которая растворима в спирте, ксилоле и
смолах.
1526. При импрегнации замороженных срезов поступают по 1525, с той
лишь разницей, что промывание срезов в дестиллированной воде сокращают
до 2—3 сек. Употребляемые жидкости держат в стеклянных чашечках,
снабженных покрышками. Срезы переносят при помощи изогнутых стеклянных
палочек, которые сменяют после каждой жидкости.
1527. Приготовление раствора аммиачного серебра. Правильное
изготовление раствора аммиачного серебра имеет большое значение для получения
удачного результата. Для этого нужны: а) 10-процентный раствор
азотнокислого серебра (приготовляют из Argentnm nitricum purissimum cristalli-
satum для анализа); б) 40-процентный едкий натрий (из Natrium hydricum
purissimum е Natro для анализа и в) аммиак (уд. вес 0,875—0,910 для анализа)
(см. также 1622).
В мензурке со стеклянной пробкой, которую используют только для
приготовления раствора серебра, .отмеряют 10 см3 10-процентного раствора
азотнокислого серебра и прибавляют 5 капель 40-процентного едкого натрий;

364
Глава XIX
при этом образуется коричнево-черный осадок окиси серебра. После этого,
при постоянном взбалтывании, к раствору серебра прибавляют по каплям
аммиак до тех пор,, пока от растворяющегося осадка остается лшпь несколько
крупинок. Вначале можно прибавлять сразу по 3—5 капель. Когда же облачка
осадка начнут разрыхляться, приходится действовать осторожнее и
прибавлять каплю за каплей. При этом после каждой капли нужно взбалтывать
раствор и выжидать 10—20 сек., прежде чем прибавлять следующую. Следует
строго избегать избытка аммиака. Под конец дополняют до 20 см*
дестиллированной водой. Раствор содержит аммиачную окись серебра и
аммиачный нитрат серебра.
Раствор лучше приготовлять непосредственно перед употреблением,
так как он скоро становится негодным; особенно если плохо закрыт.
1528. Многие авторы (Шлеммер, 1910; Дейкун, 1926) рекомендуют
получающийся при приготовлении аммиачного раствора серебра осадок (от
прибавления едкого натрия) промывать перед растворением аммиаком. Для этого
проще всего слить отстоявшуюся жидкость, прибавить дестиллированную
воду и осадок взболтать. После осаждения осадка промывную жидкость
сливают и повторяют этот процесс несколько раз. Наконец, осадок
растворяют аммиаком, как в 1527. Приготовленный таким путем раствор в
химическом отношении, конечно, существенно отличается от полученного без
промывания. Для импрегнации решетчатых волокон я, однако, не видел
никакого преимущества of подобной промывки (при условии, что с самого
начала используются чистые реактивы); неоднократно даже получалось
впечатление, что без промывки импрегнация полнее.
1529. Вильдер (1935) предварительно обрабатывает препараты
10-процентной фосфорномолибденовой кислотой, Фут (1932) пиридин—глицерином.
По Гёмёри, оба эти способа дают худший результат, чем перманганат
калия.
1530. Метод Билыповского можно применять и для импрегнации
кусочков. В соединении с пиридином он, однако, для выявления решетчатых
волокон не очень пригоден, так как при прибавлении пиридина импрегнируются,
главным образом нейрофибриллы.
1531. Для соединительной ткани метод Билыповского с годами
различным образом модифицировался, причем наиболее важным
видоизменением метода было введение предварительной обработки перманганатом калия
и щавелевой кислотой по Пердрау (см. 1525). Из модификаций нового
времени нужно упомянуть предложенные Футом (1923—1932), Футом ц Мена-
ром (1927), Куби и Девидсоном (1928), Лейдлоу (1929), Вильдером (1935)
и Гёмёри (1937). Из этих модификаций я могу особенно рекомендовать
способ Гёмёри, который дает прекрасные результаты, очень надежен в
работе и требует при этом очень малой затраты времени.
1532. Так называемый «метод Папа» состоит только в том, что препараты
после предварительной обработки перманганатом калия (5—8 мин.) и
щавелевой кислотой (5-процентной, 8—10 мин.) быстро споласкивает
дестиллированной водой, а затем сразу переносят в 2-процентный раствор
азотнокислого серебра. Остальное, как в 1525. С этой маленькой вариацией лучших
результатов я не получал.
1533. Модификация Гёмёри (1937).
а. Фиксация. Гёмёри испробовал этот метод на препаратах,
фиксированных в формалине. Заливка в парафин.
б. Предварительная обработка: 1) срезы, освобожденные от парафина,
помещают в 0,5—1-процентный раствор перманганата калия на 1—2 мин.;
2) промывают в обычной воде, 5 мин.; 3) обесцвечивают в 1—3-процентном
растворе метабисульфита калия, 1 мин.; 4) промывают в обычной воде,
5—10 мин.

Соединительная ткань
365
в. Импрегнация: 1) сенсибилизируют в 2-процентном растворе железно-
аммиачных красцов (из фиолетовых кристаллов, каждый раз приготовляется
свежий), 1 мин* Удлинение действия не дает усиления эффекта; 2) промывают
в обычной воде. 3—5 мин.; затем 2 порции дестиллированной воды по 2 мин.
к&ждая; 3) импрегнируют в аммиачном растворе серебра (приготовление см.
1635), 1 мин.; 4) быстро споласкивают дестиллированной водой, 5—10 сек.;
срок очень важен для результата! При слишком кратком ополаскивании
импрегнация становится слишком густой, при слишком продолжительном—
неполной; 5) восстанавливают в формалине 1 : 9 (обычная вода), 5 мин,;
6) промывают в обычной воде, 5 мин.; 7)вирируют в 0,1—0,2-процентном
растворе хлорного золота минимум 10 уин.; споласкивают
дестиллированной водой; 8) восстанавливают в 1—3-процентном растворе метабисуль-
фита калия, 1 мин.; 9) фиксируют в 1-процентном растворе гипосульфита,
1 мин. (не дольше, так как в противном случае страдают тонкие волокна);
10) основательно промывают в обычной воде, ряд спиртов; ксилол; бальзам.
1534. Примечание. Метод Гёмёри давал мне хорошие результаты и после
других обычных фиксаций. Согласно моему опыту особенно ясная и полная
импрегнация волокон .получается после фиксации по Карпу а.
Если срезы в растворе перманганата калия всплывают, то Гёмёри
советует приклеивать их не белком с водой, а глицерин— желатиной, которую
разводят водой настолько, чтобы она при 19° оставалась жидкой. Срезы после
этого высушивают в течение 10 час в термостате (37°) в парах формалина
(для этого в термостат ставят чашечку с несколькими каплями формалина
на дне). Вслед за этим срезы для удаления формалина подвергают на
несколько часов действию паров аммиака.
По Гёмёри, сенсибилизация солями металлов дает лучшие результаты,
чем таннином. Из 17 различных металлов лучшие результаты дают серебро,
золото, кадмий, железо, свинец, олово и уран. Наиболее полно решетчатые
волокна выявляются после сенсибилизации железом. После нее при золочении
появляется также наиболее красивая метахромазия. Если употребляют
серебро, то 2-минутное воздействие 10-процентным раствором азотнокислого
серебра дает такой же эффект, как 24-часовое действие 2-процентным
раствором по Билыповскому. Во избежание осадков препараты в этом случае
промывают еще после б двумя порциями дестиллированной воды.
В противоположность Билыповскому Гёмёри советует после
сенсибилизации основательно промывать срезы в обычной и дестиллированной воде.
Благодаря этому препараты получаются более ясные и свободные от осадков.
Если сенсибилизируют азотнокислым серебром, то промывают не в обычной
воде, а во многих порциях дестиллированной воды.
Концентрация формалина может колебаться в широких пределах, не
отражаясь на результате. В отличие от Фута, Гёмёри нашел, что и реакция
формалина не имеет значения. Обычвдга или нейтральный, щелочной или
подкисленный формалин давал одинаковые результаты.
1535. Приготовление раствора серебра по Гёмёри. К 10 см*
10-процентного раствора азотнокислого серебра в мензурке с притертой пробкой
добавляют 2 см3 10-процентного едкого калия. Затем каплями прибавляют
крепкий аммиак, причем после каждой капли раствор взбалтывают. Когда
осадок полностью растворится, прибавляют очень тщательно, каплю за каплей,;
10-процентный раствор азотнокислого серебра до тех пор, пока
появляющийся осадок не начнет исчезать при встряхивании лишь с трудом. После
этого приливают дестиллированную воду до удвоения объема. В коричневой,
хорошо закрытой склянке раствор может сохраняться 2 дня.
Таким образом, при изготовлении раствора Гёмёри применяет уже
использованный Фонтана и другими принцип обратного титрования азотнокислым
серебром, при котором легче угадать оптимальное содержание аммиака,

366
Глава XIX
чем при прямом добавлений, как в 1527. Правильное приготовление раствора
серебра имеет для успеха метода решающее значение. Если раствор содержит
слишком много аммиака, то импрегнация волокон получается неполной; если
содержит слишком мало, то фон становится пятнистым и слишком темным.
1536. Модификация Вильдера (1935).
Предварительная обработка: а) препараты кладут
на 1 мин. в 0,25-процентный раствор перманганата калия или в
10-процентную фосфорномолибденовую кислоту на 1 мин.; б) споласкивают
дестиллированной водой; в) помещают в бромистоводородную кислоту
(концентрированного 34-процентного раствора 1 часть, дестиллированной воды 3 части),
1 мин.; г) промывают в обычной, а затем в дестиллированной воде.
Сенсибилизация: погружают в 1-процентный раствор
азотнокислого урана (свободного от Na) на 5 сек. или меньше.
Импрегнация: а) промывают в дестиллированной воде 10—20 сек.;
б) затем на 1 мин. помещают в диаминогидроокись серебра (см. ниже).
Восстановление: а) быстро окунают в 95-градусный спирт;
б) восстанавливают в смеси из 50 см* дестиллированной воды, 0,5 см*
40-процентного формалина (нейтрализованного углекислым магнием), 4,5 см*
1-процентного азотнокислого урана, 1 мин.
Вираж: а) промывают в дестиллированной воде; б) золотят 1 мин.
в хлорном волоте (1 : 500); в) дестиллированная вода; г) 5-процентный
гипосульфит, 1 мин.; д) промывают в обычной воде и т. д.
Приготовление раствора диаминогидроокиси
серебра. К 5 см* 10,2-процентного раствора азотнокислого серебра
прибавляют по каплям крепкий аммиак до вторичцого растворения
образовавшегося осадка. Затем приливают 5 см* 3,1-процентного едкого натрия и вновь
образовавшийся осадок снова растворяют аммиаком, прибавляя его по
каплям. После этого доливают дестиллированной водой до 50 см*\ метод
первоначально предложен Куби и Девидсоном (1929),
П р иготовление раствора диаминокарбонатно-
го серебра. К10 см* 10,2-процентного раствора азотнокислого серебра
по каплям прибавляют аммиак до вторичного растворения осадка и
приливают 10 см* 3,1-процентного раствора углекислого, натрия; дальнейшего
образования осадка при этом не происходит. *3атем дополняют
дестиллированной воДой до 100 см*.
1537. Геринга (1933), Ялови (1938) и другие применяют метод серебрения
Лягесса. Это очень быстрый метод, и в случае удачи он дает прекрасные
препараты. Фиксируют в нейтральном формалине 2—20 дней. Возможны и дру^
гие фиксации. Заливка в парафин.
Методика: а) срезы, освобожденные от парафина, промывают в
2 порциях дестиллированной воды; б) помещают на 5—30 мин. в аммиачный
раствор серебра, подогретый предварительно в термостате до 37°. Здесь срезы
становятся коричневыми; в) споласкивают дестиллированной водой; г)
подгружают на 1—3 сек. в дестиллированную воду, к 100 см* которой
прибавляют 10—15 капель аммиака (уд., вес 0,875—0,910, для анализа). Обработка
в этой жидкости имеет решающее значение для результата: слишком
кратковременная обработка дает чересчур интенсивную импрегнацию
(одновременное импрегнирование ядра и цитоплазмы, темное окрашивание
коллагена, осадки); слишком длительная обработка дает неполную импрегнацию;
д) как только коричневый тон среза начнет лишь слегка переходить в
желтоватый, препарат сразу переносят в нейтральный формалин (1 : 4; на
дестиллированной воде) и держат в нем, пошевеливая, 3 мин.; е) промывают в
обычной воде; ж) золотят в хлорном золоте (1 : 500), 15 мин.; з) споласкивают
дестиллированной водой; и) 1-процентный гипосульфит, 10 сек.; к)
основательно промывают в проточной воде; спирт; йсилол; бальзам: . -" \

Соединительная ткань
367.
Иногда полезно опустить золочение, препараты промыть и заключить.
1538. Приготовление раствора серебра. К 25 сие8 10-процентного раствора
азотнокислого серебра прибавляют по каплям, взбалтывая, 40-процентный
едкий натрий (около 18 капель), вплоть до осаждения всего серебра. Осадок
промывают 8—10 раз дестиллированной водой в темноте, а затем растворяют,
прибавляя каплями аммиак. Каждый раз после прибавления 5 капель
энергично встряхивают около 30 сек. Приставшие к стенке частички серебра
следует-всегда смывать очередной каплей. Когда эта процедура будет
повторена несколько раз, стенки сосуда ополаскивают из промывалки небольшим
количеством дестиллированной воды; затем осадку дают осесть.
Отстоявшуюся жидкость отсасывают и собирают отдельно. Осадок так же, как и
раньше, растворяют аммиаком и сливают. Наконец, жидкости соединяют.
После этого каплями прибавляют 10-процентный раствор азотнокислого
серебра до тех пор, пока образующийся осадок не перестанет растворяться
и при взбалтыванпп. Наконец, раствор центрифугируют и прозрачную
жидкость разбавляют дестпллпрованноп водой до 115 см?. Раствор серебра
при хранении в темноте в хорошо закрытой склянке остается годным в
течение нескольких месяцев. Осадку, могущему появиться с течением времени,
дают осесть.
1539. Дифференцировка импрегнации серебром. В случае неудачной
импрегнации, когда интенсивно окрашенными оказываются не только фибриллы,
но и остальные структуры, препарат можно еще спасти, если перекрашенные
срезы осторожно обработать в течение 2—10 сек. 0,05—0,1-процентным
раствором цианистого калия (по Бергу, 1921). Сходный результат дает
кратковременное действие свежим 0,1—0,25-процентным раствором перманганата калия.
В обоих случаях фон просветляется, вследствие чего фибриллы выступают
отчетливо. Дифференцировку следует производить крайне осторожно, так
как при этом может рчень легко пропасть и импрегнация фибрилл.
1540. Бильшовский использует для ослабления следующую смесь:
1-процентного раствора железосинеродистого калия 10 еле3, 1-процентного
раствора азотнокислого урана 10 еле3, дестиллированной воды 100 еле3.
Раствор применяют лишь после обработки срезов гипосульфитом;
предварительное золочение при этом не нужно. После ослабления следует тщательно
промыть.
1541. Остертаг (1925) для ослабления темного фона прибавляет к
гипосульфиту несколько капель 20-процентного железосинеродистого калия.
1542. Полное удаление всей импрегнации серебром (например, со
срезов из импрегнированных кусочков) осуществляют проще'всего при помощи
перманганата калия и метабисульфита калия по 1533; при этом сроки можно
несколько удлинит?,. Помещение в 1-процентный раствор цианистого калия
на 1—12 час. также приводит к цели (см. также 1819). Срезы должны стать
совершенно белыми. После основательной промывки можно повторить
импрегнацию или же испробовать любую Другую окраску. Однако способность-
к окраске обычно оказывается сниженной.
МЕТОДЫ СЕРЕБРЕНИЯ С ТАННИНОМ
1543. Для успеха приведенных ниже методов серебрения с таннином
Ачукарро, а также Рио-Хортега решающее значение имеет применение
хорошего таннина. Чаще всего рекомендуется чистейший таннин (Acidum tan-
nicum leviss. purissimum), который на 100% растворяется в воде. Плохо-
растворимый таннин Д. А. IV непригоден. Длительное лежание таннина,
повидимому, также - влияет неблагоприятно на процесс серебрения.
1544. Метод cet збрения с таннином по Ачукарро: а) фиксируют в растворе
формалина 1 : 9 (не дольше 1 года), приготовляют замороженные срезы

368
Глава XIX
толщиной 10—20 р. и быстро промывают в дестиллдрованной воде (можно
использовать также парафиновые или целлоидиновые срезы материала,
фиксированного иным способом; непригодны, однако, фиксирующие жидкости,
содержащие соли металлов, особенно хроматы); б) срезы нагревают в водном
растворе таннина, насыщенном на холоду, 15 мин. или дольше при 50°;
в) после охлаждения промывают каждый срез отдельно в дестиллированной
воде до тех пор, пока он не сделается вновь непрозрачным из-за отдачи
свободного таннина; затем его переносят в 20 см3 дестиллированной воды, к
которой прибавляют 8—12 капель раствора аммиачного серебра по Билыпов-
скому (см, 1527). Здесь срез шевелят стеклянной иглой до тех пор, пока не
появится коричневая окраска. Для различных органов» требуется различная
интенсивность, коричневой окраски; г) сразу переносят в формалин 1:9 *
(по Ранке; Ачукарро перед этим недолго промывает в дестиллированной воде);
д) промывка; окрасить ядро и цитоплазму можно эозином и метиленовым азу-
ром; спирты возрастающей крепости; ксилол; бальзам. Результат:
при правильной обработке даже наиболее тонкие волокна резко окрашены
в черно-коричневый цвет.
1545. Модификация Кларфельда: а) целлоидиновые срезы толщиной 10—
15 |х помещают в формалин (1:9; на обычной воде) на 24 часа; б)
споласкивают водой и кладут в насыщенный на холоду раствор таннина (см. 15431)
на 2—3 часа в термостате при 50° в закрытой чашке; в) дают срезам остыть;
затем их промывают в дестиллированной воде, пока они не сделаются
непрозрачными; г) помещают в аммиачный раствор серебра (см. ниже), где срезы
пошевеливают стеклянной палочкой до появления коричневато-желтой
прокраски. Лучше взять две чашки с тем, чтобы, после того как первый раствор
станет коричневым, сразу перенести срезы во вторую порцию раствора серебра;
д) переносят в формалин (1 г9; на обычной воде!) на 5 мин.; здесь срезы
окрашивают в темнокоричневый цвет до черного; е) промывают в проточной, а
затем в дестиллированной воде; ж) дифференцируют в смеси:
0,5-процентного железистосинеродистого калия 100 см3 и 96-градусного спирта 50 см3;
з) промывают в дестиллированной воде, 30 мин.; спирт; ксилол; бальзам.
Приготовление раствора серебра: к 5 см3
10-процентного азотнокислого серебра прибавляют каплями аммиак до вторичного
растворения образовавшегося осадка. После этого добавляют еще лишних
5—10 капель аммиака (йажно!) и доливают дестиллированной воды до 20 см3.
15 капель такого раствора разбавляют 20 см3 дестиллированной воды.
МОДИФИКАЦИЯ МЕТОДА АЧУКАРРО ПО РИО-ХОГТЕГА
1546. Рио-Хортега предложил ряд важных модификаций метода
Ачукарро, благодаря которым метод серебрения с таннином стал настолько
надежнее, что для выявления соединительной ткани приобрел такое же
значение, как метод Билыповского. Небольшие модификации позволяют
выявлять не только решетчатые и соединительнотканные волокна, но и многие
другие тканевые и клеточные структуры. Способность раствора
аммиачного! серебра, приготовленного по Рио-Хортега, сохраняться месяцами,
также упрощает методику.
Метод удается как на формалиновых препаратах, так и после многих
других фиксаций (например, после спирт—формалина, сулемы—уксусной
кислоты, смесей с пикриновой кислотой и других). Он может быть применен
на замороженных и на неприклеенных целлоидиновых срезах. Удается
отчасти и на приклеенных парафиновых срезах (по Вольтерра, см. 1549).
Для успеха серебрения очень важно, Чтобы раствор таннина имел
предписанную температуру 50°. Более холодные растворы часто дают лишь
неполную импрегнацию (Пленк, 1927).

Соединительная ткань
369
1547, Первая модификация Рио-Хортега (1916а). Она выявляет ядра,
центросомы, митохондрии, клеточные гранулы, эпителиальные и мышечные
фибриллы, клеточные включения, глиальные волокна, фибрин и эластические
волокна. Неокрашенными остаются коллагеновая соединительная ткань
и решетчатые волокна.
Методика: а)' фиксируют формалином 10: 100 (любой срок, но не
меньше 10 дней); б) срезы нарезают на замораживающем микротоме; из
дестиллированной воды срезы помещают на 5 мин. в 3-процентный водный
раствор таннина (50—55°); в) переносят в стеклянную чашку с 20 см*
дестиллированной воды; чашку лучше всего ставить на черную подкладку; к воде
прибавляют 4 см? аммиака. Лежащие в жидкости срезы слегка пошевели-,
вают стеклянной палочкой, пока они вновь не приобретут своей гибкости
и прозрачности, которую легко можно заметить на темном фоне; г) как только
это произошло, последовательно проводят через 3 стеклянные чашечки,
каждая из которых содержит по 10 еле8 дестиллированной воды, 1 см*
аммиачного раствора серебра (приготовление см. 1551). Как только срез,
поддерживаемый все время в легком движении, начнет в первой чашке окрашиваться,
его переносят во вторую; когда он станет .здесь желтым, его переносят в
третью, где желтый тон должен еще усилиться; д) промывают в большом
количестве дестиллированной воды; е) золотят в 2-процентном растворе
хлорного золота, 20—30 мин. при 40—45°. Здесь препарат приобретает цвет
тутовой ягоды; ж) промывают в дестиллированной воде; з) фиксируют
в 5-процентном растворе гипосульфита, Гмин-.-; и) основательно
промывают; обезвоживают; ксилол; бальзам. Если нужно особо выделить
центросому, то раствор таннина подогревают около 5 мин. при 65—70°.
В остальном поступают, как описано выше (Рио-Хортега, 1916b).
1548. Вторая модификация Рио-Хортега (1916а). Выявляет в первую
очередь решетчатые волокна, окрашивающиеся в черный цвет; коллагеновая
соединительная ткань лишь слабо окрашивается в коричневатый тон.
Таннин растворяют в 96-градусном спирте.
Методика: а) фиксируют в формалине 10 : 100 или длительно
в спирте. На замораживающем микротоме приготовляют срезы толщиной
10—15 (&. Можно импрегнировать и целлоидиновые срезы (перед
импрегнацией лучше, растворить целлоидин в спирт—эфире); б) срезы помещают на
5 мин. в 1-процентный спиртовый раствор таннина при 50—55°; в) еще до
того как срезы остынут, их быстро промывают дестиллированной водой
не дольше, чем это требуется для того, чтобы они пропитались водой; г) как
при первой модификации, проводят через 3 чашечки, каждая из которых
содержит по 10 см* дестиллированной воды с 1 см* азотнокислого серебра;
д) когда срезы приобретут бледножелтый цвет, их переносят в
дестиллированную воду и оставляют лежать неподвижно до тех пор, пока они не потемнеют
равномерно; е) быстро промывают в дестиллированной воде (осторожно; при
плохо импрегнирующихся препаратах только несколько секунд.; ж) на 30 сек.
помещают в свободный от кислоты раствор формалина 20 : 100 (формалин для
освобождения от кислоты настаивают над порошком мела). Интенсивность
импрегнации можно дозировать более кратковременным или более
длительным восстановлением или же продолжительностью предварительной
промывки; з) основательная промывка в воде и т. д.
- 1549. Наклеенные парафиновые срезы из материала, фиксированного
формалином, спиртом или по Карнуа, Вольтерра (1923) освобождает от
парафина и переносит через нисходящий спиртовый ряд на 7—8 (!) мин. в
1-процентный спиртовый раствор таннина, находящийся в термостате при 52—55°
(сроки и температура имеют решающее значение для получения результата!).
Далее—как указано выше (см. 1548). В растворе аммиачного серебра срезы
остаются до появления пятнистой желтой окраски.
24 в. Ромейс

370
Глава^ XIX
155Q. Третья модификация Рио-Хортега (1916а). Выявляет коллагено-
вую соединительную ткань, окрашивая ее в темно фиолетовый или красно*
фиолетовый цвет.
Методика; а) фиксируют формалином или, лучше, подольше в
спирте; б) замороженные срезы из воды переносят на 5 мин. в 1-процентный
спиртовый раствор таннина при 50—55°; в) быстро ополаскивают
дестиллированной водой (2—3 сек.); г) импрегнируют, как в первой модификации
гио-Хортега последовательно в трех чашках, пока срезы не
станут'коричнево-желтыми; д) промывают в большом количестве воды; е) золотят ц
0,2-процентном водном растворе хлорного золота, 15—20 мин. при 40—45°
до приобретения срезами цвета тутовых ягод; ж) фиксируют в б^процентт
ном растворе гипосульфита; з) основательная промывка в воде и т. д.
1551. Приготовление раствора аммиачного серебра. К 30 см3 10-прог
центного раствора азотнокислого серебра прибавляют 40 капель
40-процентного едкого натрия. Полученный осадок 10—12 раз промывают
дестиллированной водой, на что обычно расходуется около 1—1,5 л воды. Промытый
рсадок взбалтывают в 50 см3 дестиллированной воды и при легком побалты-
вании жидкости осторожно прибавляют аммиака точно до растворения
осадка. Раствор доливают дестиллированной водой до 150 см3, после чего
его можно неограниченно долго хранить в коричневой склянке в темноте.
1552. О четвертой модификации Рио-Хортега, которая главным обра--
зом служит для выявления нейроглии, см. 1859.
1553г Быстрый метод: окраски аммиачным углекислыМ серебром по Рио±
Хортега (1919а). Этот метод выявляет ткани препарата вообще. Окраска:
а) фиксируют в формалине 10 : 100. Для кусочков не толще 4—5 мм при
комнатной температуре требуется 1—2 дня, при 35°—10—15 час, при 60—70°—
5—10 мин., в кипящем формалине—1 мин.; б) срезы нарезают назаморажи-
ч вающем микротоме. Из дестиллированной воды срезы переносят в раствор
углекислого серебра (приготовление см. 1554) при 45—50° на 1—2 мин.,
где им позволяют, однако, сделаться самое большее лишь слегка
желтоватыми; в) срезы без промывки переносят в формалин 1 : 100, в котором их
немного пошевеливают, пока они не окрасятся в желтый цвет. Если они
принимают лишь серо-желтоватый оттенок, то их следует перенести обратно
в раствор углекислого серебра; г) золотят в 0,2-процентном растворе хлор--
ного золота примерно 30 сек.; д) на короткий срок погружают в 5-про*
центный раствор гипосульфита; е) промывка; можно подкрасить пикрофук-
сином и т. п.; затем обезвоживают; 95-градусный спирт; просветляют в смеси
из 1 части карболовой кислоты, 1 части букового креозота и 8 частей ксилола;
чистый ксилол; бальзам. ^
1554. Приготовление раствора углекислого серебра. К 50 см3
10-процентного раствора азотнокислого серебра приливают 150 см3 5-процентного
раствора углекислого натрия, а к этой смеси медленно и осторожно, при
постоянном побалтывании, добавляют аммиак лишь до растворения осадка.
Затем прибавляют дестиллированной воды 550 см3. Раствор в коричневой
склянке в темноте может долгое время сохранять свою годность.
Другие методы Рио-Хортега для выявления нервных элементов и глии
ем. 1857.
1555. Оливейра (1936) для получения дифференциальной окраски тончайг
ших аргирофильных и коллагеновых волокон в черный и соответственно
краснофиолотовый цвет комбинирует методы Рио-Хортега и Вильдера.
Фиксация в нейтральном формалине, абсолютном спирте или по Ценкеру.
Методика: а) после удаления парафина срезы из дестиллированной
воды переводят на 1 мин. в 10-процентную фосфорномолибденовую кислоту;
б) споласкивают дестиллированной водой, 10—20 сек.; в) 1-процентный раствор
уранилнитрата, 5 сек.; г) споласкивают дестиллированной водой,. 5 сек.;

Соединительная ткань
37t
д) переносят на 1 мин. в раствор Фута (всегда приготовлять, свежим!);
е) энергично промывают в большом количестве 95-градусного спирта, который
при этрм слегка мутнеет, 5 сек.; ж) восстановление в течение 1 мин. в смеси
нейтрального 40-лроцентного формалина 3 еле3, 1-процентного раствора ура-:
нилнитрата 1 сие3, дестиллированной воды 100 сие3, срезы приобретают свет-
локоричневую окраску; з) промывают в дестиллированной воде, 3—5 мин.;
и) импрегцируют, 15—20 мин. в аммиачном серебрянохромовом растворе
в термостате при 56°; срезы при этом становятся красновато-коричневыми
(раствор каждый раз готовят свежим и перед употреблением подогревают);
к) промывают в дестиллированной воде, 3—5 мин.; л) восстанавливают, 1 мин.
в смеси 40-процентного нейтрального формалина 30 еле3, гидрохинона 0,3 г,
дестиллированной воды 70 еле3; срезы становятся темнокоричневыми; м)
промывают в обычной воде, 3—5 мин.; н) золотят 5—10 мин. в 0,2-процентном
желтом растворе хлорного золота при 56° (перед употреблением
подогревают); о) фиксируют в б^роцентном гипосульфите, 6—10 мин.; п)
основательно промывают в обычной воде; спирт; ксилол; бальзам.
Находящиеся в растворах срезы нужно часто пошевеливать и при
смене растворов препарат извлекать медленно, чтобы растворы могли стечь.
Растворы фосфорномолибденовой кислоты, уранилнитрата и хлористого
волота в коричневых склянках сохраняются хорошо.
Приготовление растворов серебра.
а. Раствор Фута. К 5 еле3 10-процентного раствора азотнокислого
серебра прибавляют по каплям аммиак, пока образующийся осадок снова не
растворится полностью. Затем добавляют 5 еле3 3-процентного едкого натрия
и образовавшийся при этом осадок опять растворяют, прибавляя каплями
аммиак. Под конец доливают дестиллированной водой до 50 еле3.
б. Раствор хромового серебра. К 5 еле3 10-процентного азотнокислого
серебра прибавляют 10 еле3 бтпроцёнтного раствора бихромата калия. Осадок
промывают дестиллированной водой в менвурке для взбалтывания до тех
пор, пока не перестанет окрашиваться вода. Затем к осадку приливают 40 еле3
дестиллированной воды и при постоянном взбалтывании каплями прибавляют
аммиак до растворения осадка и появления отчетливого помутнения. Затем
дополняют дестиллированной воды до 85 еле3.
ОКРАСКА ЭЛАСТИЧЕСКОЙ ТКАНИ
1556. Орсеиновый метод по Тенцеру—Унна (1894). Этот метод очень
четко и полно выявляет эластические волокна вплоть до их тончайших
разветвлений. Окраска удается после большинства фиксаций и без труда
может комбинироваться с различными ядерными окрасками. О к р а с к aj
а) срезы из дестиллированной воды помещают на 30—60 мин. в красящий
раствор; б) быстро ополаскивают дестиллированной водой и 96-градусным
спиртом; в) дифференцируют в абсолютном спирте до почти полного
обесцвечивания фона, на котором изолированно выступают эластические волокнаf
ксилол; бальзам. Результат: эластические волокна чрезвычайно резко
окрашены в коричнево-красный цвет, все же остальное, исключая вещество
хряща, более или менее бесцветно. После некоторых фиксаций, например
после жидкости Буэна, ядра остаются окрашенными в красивый фиолетовый
цвет.
В случае перекраски избыток красителя легко извлекается при длительной:
дифференцировке в крепком этиловом спирте..Еще сильнее экстрагирует
метиловый спирт.
Пригото BMI е н и е р а с т в о р а: 1 г орсеина растворяют в 100 еле3^
70-градусного спирта,, к. которому прибавляют 1 .еле3 аптечной соляной кис*>
лоты. Раствор сразу годен к употреблению. > ... . 5 ...... J. ./..•>
24*=

372
Глава XIX
1557. Важно употреблять хороший, нефальсифицированный краситель.
Орсеин добывается из ост- и вестиндских видов лишайника. Он нерастворим
в эфире, бензоле, хлороформе, толуоле, ксилоле; малорастворим в
дестиллированной, водопроводной воде и в 1-процентной уксусной кислоте;
легкорастворим в 1-процентном едком натрии, ацетоне, ледяной уксусной кислоте,
абсолютном этиловом и метиловом спиртах. При щелочной реакции
коричнево-красный цвет красителя переходит в темный сине-фиолетовый.
1558. Прантер (1902) составляет орсеиновый раствор следующим образом:
орсеина D 0,1 а, аптечной азотной кислоты 5 см3, 70-градусного спирта 100 см3\
продолжительность окраски 0,5—1 час.
1559. Для комбинирования с ядерной окраской срезы после
окрашивания орсеином споласкивают дестиллированной водой и обычным образом
окрашивают гемалауном и т. п. После окраски промывают
дестиллированной водой, а затем водопроводной и через 96-градусный спирт переносят
в абсолютный спирт, где препарат остается до тех пор, пока не будет
извлечен избыток орсеина. Вместо гематоксилина ядра можно окрашивать и
растворимыми в воде основными каменноугольными красителями, например
толуидиновым синим, метиленовым синим, полихромным метиленовым синим
и другими; если ядерная окраска нарушается последующим
дифференцированием орсеина в абсолютном спирте, то дифференцировку производят перед
окраской ядер.
1560. Резорцин—фуксин по Вейгерту (1898). Этот превосходный метод
также резко и полно выявляет эластические волокна вплоть до их
мельчайших разветвлений. '
Методика: а) препараты из 80-градусного спирта помещают на
10—30 мин. в красящий раствор; б) промывают 1 мин. в проточной воде;
дают ей стечь; в) дифференцируют в 96-градусном спирте до обесцвечивания
фона и появления черно-синих эластических волокон; г) абсолютный спирт;
ксилол (но не карбол-ксилол); бальзам.
Большей частью бывает целесообразно окрасить также и ядра. Для
этого после промывки препарат на 5 мин. переносят в ядерный прочный
красный—сернокислый алюминий (см. 743). Затем споласкивают дестилли-
рованнрй водой и дифференцируют в 96-градусном спирте, как указано выше.
Хорошую контрастирующую окраску ядер дают также квасцовый
кармин, паракармин или фуксинсернистая кислота. Однако в этих случаях
окраску ядер следует производить до окраски резорцин—фуксином.
1561. Приготовление красящего раствора. В принципе он приготовляется
по указаниям Вейгерта, но с некоторыми предложенными мной изменениями
(Ромейс, 1940), которые упрощают работу и снижают огнеопасность, так
как если второй спиртовый раствор нагревать, по прописи Вейгерта, в
открытой фарфоровой чашке, то он легко воспламеняется; это, как мне известно,
уже приводило к тяжелым несчастным случаям.
При г'о т о в л е н и е растворов.. Раствор а: 0,5 г фуксина (не-
кйслотного фуксина!) и 1 а резорцина (химически чистый дл:я анализа)
растворяют в 50 см3 дестиллированной воды, нагревают в эрленмейеровской колбе
емкостью на 200 см3. Раствор б: 2 а хлористого железа (кристаллический
для анализа) растворяют в колбочке в 10 см3 дестиллированной воды.
Затем раствор а нагревают до кипения, прибавляют раствор б и на малом
пламени кипятят еще 5 мин. при многократном побалтывании. После
охлаждения при комнатной температуре осадок собирают на маленький фильтр;
затем, его вместе с фильтром помещают обратно в эрленмейеровскую колбу,
заливают 70—100 см3 96-градусного спирта и или - осторожно подогревают
на водяной бане, или доводят до кипения на электрической плитке; при этом
осадок переходит в.раствор. Остудив, прибавляют 0,7 см3 концентрированной
соляной кислоты (уд. вес 1,19) дли 1 см3 аптечной соляной кислоты и

Соединительная ткань
373
фильтруют. Раствор годен для окраски эластина в течение нескольких
месяцев, но готовить про запас большие количества нецелесообразно.;
Приготовление аптечной соляной кислоты см. 679.
1662. Крезофуксином Шпигель (1907) назвал аналогичный красящий
раствор, который приготовляется по прописи Вейгерта, но с заменой резорцина
бикрезолом или дифенолом. По моему опыту, резорцин—фуксин. Вейгерта
лучше.
1663. Окраску резорцин—фуксином можно комбинировать с
различными другими окрасками. Горновский сочетал ее с методом Ван-Гизона для
одновременной окраски эластической (черная), коллагеновой (красная)
и мышечной (желтая) тканей. К сожалению, стойкость окраски лишь незна-г
чительная. Вместо этого я рекомендую ^сочетание с пикриновой кислотой—
тиазиновым красным; при таком же красочном эффекте оно является зна^
чительно более устойчивым.
Методика: а) препараты из 80-градусного спирта помещают на
15 мин. в резорцин—фуксин; б) споласкивают обычной и дестиллированной
водой; в) окраска ядер железным гематоксилином Вейгерта (см. 677), 2—Змин.;
г) быстро споласкивают дестиллированной водой, затем промывают 10 мин.
в проточной воде; д) пикриновая кислота—тиазиновый красный
(приготовление см. 710), 5 мин.; е) быстро споласкивают дестиллированной водой;
ж) дифференцируют окраску эластина и одновременно отмывают излишнюю
пикриновую кислоту в 2 порциях 96-градусного спирта; з) абсолютный спирт;
ксилол; бальзам.
1564. Еще более дифференциально окрашенные ив то же время очень
стойкие препараты я получал, комбинируя резорцин—фуксин с
соединительнотканной окраской (см. 1498).
Методика: а) препараты из 80-градусного спирта помещают на
15 мин. в резорцин—фуксин; б) ополаскивают обычной и дестиллированной
водой; в) окрашивают ядра железным гематоксилином Вейгерта (см. 677),
2—3 мин.; г) ополаскивают дестиллированной водой; затем промывают
в проточной воде, 10 мин.; д) окрашивают азофлоксином, 5 мин.; е)
ополаскивают в 1-процентной уксусной кислоте; ж) дифференцируют в фосфорно-
молибденовой кислоте—оранжевом до обесцвечивания коллагеновой
соединительной ткани; з) быстро ополаскивают в 1-процентной уксусной кислоте;
и) подкрашивают световым зеленым, 5 мин.; к) промывают в 1-процентной .
уксусной кислоте, 5 миц.; л) абсолютный спирт (3 порции); ксилол; бальзам.
Результат: ядра черные; цитоплазма красная; коллагеновая
соединительная ткань зеленая, эластическая черная; мышечная ткань красная.
Растворы изготовляются по 1498. Вместо азофлоксина можно также
использовать кислотный фуксин—пунцовый (см. 1498).
1565. Фолькман и Штраус (1934) окрашивают 1—12 час. в резорцин—
генциановом фиолетовом (см. ниже), затем ополаскивают 70-градусным
спиртом и водой и докрашивают 15—30 мин. азокармином (см. 1489) при ком-г
натной температуре. После краткой дифференцировки (не слишком сильно!)
в анилиновом спирте препараты помещают в 5-процентную фосфорноволь-
фрамовую кислоту до полной откраски коллагена. После ополаскивания
водой подкрашивают нафтоловым зеленым В (1 а на 100 см3
дестиллированной воды и 1—2 см3 ледяной уксусной кислоты) в течение 15 мин. или дольше.
Затем вода; 96-градусный и абсолютный спирт; ксилол; бальзам.
Результат: ядра й мышечная ткань красные; коллаген зеленый; эластин черный.
Раствор резорцин—генциановый фиолетовый можно приготовлять как
указано ниже (см. 1561) с той разницей, что вместо фуксина берут
генциановый фиолетовый В и не прибавляют соляной кислоты. В первые дни раствор
дает сильный осадок; поэтому его нужно несколько раз профильтровать
(всегда через одинаковый фильтр).

374 _ ' Глава XIX
1566. Для Одновременного выявления эластических волокон и жира
Б. Фишер окрашивает фиксированные формалином замороженные срезы
в следующем растворе: раствора резорцин—фуксина Вейгерта 74 см3
к дестиллированной воды 26 см3. В нем растворяют при кипячении в избытке
шарлах R, остужают и фильтруют. Окрашивают в течение часа в хорошо
закрытой чашке* дифференцируют 15 мин. в насыщенном при нагревании
растворе шарлаха R на 70-градусном спирте (покрыть), ополаскивают
в 70-градусном спирте и заключают в глицерин.
1567. Выпущенная Голльборном в продажу красящая, смесь «эластин Hi
окрашивает эластические волокна в цвет орсеина, остальные ткани, особенно
коллаген,—в светлосиний цвет. Окраска удается после всех фиксаций, а
также на свежем материале и на замороженных срезах (Эвальд, 1922).
0,5 а эластина Н растворяют при умеренном нагревании на водяной бане
в 50 см3 70-градусного спирта с 1 см3 чистой азотной кислоты. После
фильтрации раствор годен к употреблению. Продолжительность окраски не менее
6—10 час; после этого ополаскивают 96-градусным спиртом, абсолютный
спирт, ксилол, бальзам.
1568. Метод окраски конго красным по Матсуура (1925). Фиксируют
любым способом, лучше формалином (а также спиртом или жидкостью
Мюллера). Окраска: а) срезы окрашивают 12—24 часа в конго красном
(1 г конго красного часто и энергично встряхивают со 100 см3 90-градусного
спирта, через 24 часа отфильтровывают); б) быстро ополаскивают
абсолютным спиртом; в) помещают в спиртовый раствор фосфорномолибденовой
кислоты (1 г фосфорномолибденовой кислоты растворяют незадолго до
употребления в 100 см3 абсолютного спирта)-, 5 мин. (до посинения препарата);
г) дифференцируют 1—2 мин. в абсолютном спирте; д) просветляют в ори-
гановом масле; е) канадский бальзам (нейтральный). Результат:
эластические волокна- красновато-фиолетовые; коллагеновая соединительная
ткань зеленая; мышцы, железистые клетки, эпителий коричнево-красные;
ядра красные, эритроциты огненно-красные, белые кровяные клетки
фиолетово-красные. Если вместо фосфорномолибденовой кислоты взять фосфор-
ново льфрамовую, то коллагеновая соединительная ткань становится синей.
1569. Для выявления швальбевских оболочек эластических волокон
Эвальд (1919) фиксирует спиртом или 10-процентным формалином.
Из материала, лежащего в спирте, приготовляют срезы и помещают их на
24 часа в очень сильно разбавленный водный раствор геяцианового
фиолетового. (Эвальд погружает иглу в концентрированный спиртовый раствор
красителя и переносит приставшую краску в 10 см3 дестиллированной
воды.) Целесообразно иметь 2—3 чашки с несколько различающимися
концентрациями красителя. Срезы не должны налегать друг на друга. После
окраски срезы без промывки переносят на 2 мин. в 1тпроцентный водный
раствор фосфорномолибденовой кислоты, затем 96-градусный спирт,
абсолютный спирт, ксилод (в каждом по 1 мин.), ксилол—бальзам. На парафиновых
срезах окраска невозможна.
1570. Для выявления элацина (так Унна называет дегенеративную форму
эластина, появляющуюся с возрастом) Унна фиксирует спиртом, заливает
в парафин и окрашивает срезы в синем полихроме, 5 мин. (см. 1415); затем
ополаскивает водой и помещает на 5 мин. в концентрированный раствор таннина;
далее—вода; спирт; масло; бальзам. Результат: элацин темносиний,
коллагеновая соединительная ткань не окрашена. Если к раствору таннина
прибавить несколько капель 1-процентного раствора оранжевого, то
одновременно окрасится в желтый цвет коллагеновая соединительная ткань.
1571. Для одновременной окраски эластина (орсеиново-красный),
элацина (темносиний) и коллагена (коричневатый) Унна окрашивает в течение
ночи кислым раствором орсеина (см. 1567), затем дифференцирует в 2-прот

Соединительная ткань
375
центном водном растворе соляной кислоты. Этот процесс продолжается при
непосредственном переносе в абсолютный спирт; после этого промывка в воде,
окраска в синем полихроме, основательная промывка в воде* до прекращения
отдачи облачков краски, 5 мин., перенос на 30 мин. в концентрированный
раствор таннина, основательная промывка в воде; спирт; масло; бальзам.
ВЫЯВЛЕНИЕ АМИЛОИДА
1572. Реакции на амилоид не нарушаются предварительной обработкой
жирорастворяющими жидкостями—спиртом, эфиром, • хлороформом,
ксилолом, бензолом и т. п. Не вредит даже многолетнее лежание в спирте.
Из кислот нарушают реакцшо лишь уксусная и фосфорная; после их действия
исчезает реакция на иод. Окисляющие и восстанавливающие агенты не изме-1
ншот метахромазию амилоида. Но щелочи (едкий натрий или калий, аммиак,
баритовая вода) уничтожают реакцию с метиловым фиолетовым. При этом
остается гиалиновое тело, не дающее больше никакой реакции. На
основании этих отношений Леупольд (1918, 1925) считает лучшей фиксацией для
амилоида спирт. Формалин фиксирует хуже.
1573. Реакция па иод. Фиксируют абсолютным спиртом (или
формалином). Парафиновые или замороженные срезы из воды переносят в сильно
разведенный раствор Люголя, где они становятся соломенно-желтыми.
Ополаскивают водой. Заключают в глицерин. Результат: амилоид цвета
красного дерева.
1574. Окраска метиловым фиолетовым (или еенциановым фиолетовым
по П. Майеру). Фиксация как в 1573. Заливка в парафин. Окраска:
а) окрашивают в 0,5-процентном растворе метилового фиолетового 5В,
5—10 мин. (парафиновые срезы лучше не наклеивать, а переносить сразу с
ножа в подогретый до 40° красящий раствор, в котором они и расправляются);
б) ополаскивают водой и дифференцируют в 1-процентной уксусной кислоте,
10—15 мин.; в) тщательно отмывают уксусную кислоту водой; г) переносят
в 7-процентный раствор калийных, квасцов; д) ополаскивают срезы
дестиллированной водой и помещают на предметное стекло; просушивают в
термостате; е) растворяют парафин в ксилоле; бальзам.
Результат: амилоид красно-фиолетовый; ткани синие.
Замороженные срезы окрашивают лишь несколько минут и после
уксусной кислоты и отмывки заключают в глицерин или леву лозу.
1575. Окраска конго красным по Беннгольду (1922): а) срезы,
освобожденные от парафина*, окрашивают в 1-процентном растворе конго красного
в течение 15—20 мин. (для замороженных срезов требуется лишь 20 сек.);
б) погружают на 15 сек. в насыщенный водный раствор углекислого лития;
в) дифференцируют в 80-градусном спирте до тех пор, пока по предметному
стеклу не начнут сбегать струйки конго красного; сразу после этого опо-
ласкивают водой; если срезы окрашены неравномерно, то обработку
углекислым литием и дифференцировку повторяют; г) промывают 15 мин. в воде;
можно докрасить гедолауном; спирт; ксилол; бальзам.
Результат: амилоид красный; гиалин или коллоид остаются
неокрашенными.
Беннгольд нашел, что амилоид можно выявить и прижизненно путем
внутривенных инъекций конго красного. Мышам для этого вводят
внутривенно 1 см* раствора конго красного или трипанового синего (0,01—0,1-лро-
центный).

Глава XX
ХРЯЩЕВАЯ ТКАНЬ
ГИАЛИНОВЫЙ ХРЯЩ
1576. Для приготовления свеясих препаратов особенно удобны
хрящевые части. надгрудины и грудины или лопатка лягушки, а кроме того
мечевидные отростки мелких млекопитающих (мыши, крысы, морской свинки)»
Приставшие к хрящу мягкие части стирают льняной тряпочкой или
соскабливают скальпелем. Исследование лучше всего производить в тканевом соке
или в других жидкостях тела. Во избежание подсыхания объект следует сразу
же накрыть покровным стеклом и окантовать. При употреблении
неподходящей жидкости очень быстро наступает сжатие хрящевых клеток (см. также
Бродерсен, 1914, 1915). Из крупных цусков хряща бритвой или жена
микротоме легко приготовить тонкие срезы, например с головки бедра лягушки.
Ранвье рекомендует рассматривать их в 0,5-процентном растворе квасцов.
1577. Очень хорошо фиксирует хрящевые клетки (если брать маленькие
кусочки) жидкость Флемминга (см. 290). Более крупные куски фиксируют
по Гелли, Максимову и т.] п. Для фиксации митохондриев, сетчатого
аппарата, гликогена и жировых веществ хрящевой ткани используют
соответствующие методы. То же относится и к выявлению их окраской.
1578. Разветвленные хрящевые клетки находят на плоскостных
срезах через поверхностный слой многих суставных хрящей, например через
суставной хрящ большой берцовой кости теленка (Ганзен, 1905). Очень
хорошо развиты они в головном, хряще головоногих моллюсков.
1579. Ровная наклейка парафиновых срезов, содержащих хрящ, часто
затруднена из-за легкого образования складок. Это затруднение лучше всего
преодолевается при помощи метода наклейки Рюйтера (см. 547). Если и этот
метод] не дает" хороших результатов, то со срезов удаляют парафин,
окрашивают в ненаклеенном состоянии и обезвоживают (см. 831 или 833).
1580. Выявление основного вещества хряща. Существенное значение
для окраски основного вещества хряща имеет способ фиксации и
предварительная обработка. Способность к окраске основного вещества сильно
снижается при фиксации и долгом лежании в содержащих хром или в очень
богатых водой жидкостях, например в разбавленном формалине или слабом
спирте (Шаффер, 1926). Базофилия, обусловленная хондроитинсерной
кислотой, содержащейся в хондромукоиде, лучше всего сохраняется при
фиксации в абсолютном спирте или в спирт—формалиновой смеси, которая лучше
фиксирует клетки (1 часть формалина и 2 части 80-градусного спирта).
Фиксации по Штиве (формалин—сулема—ледяная уксусная кислота), Буэну
или Ценкеру также дают хорошие результаты.
1581. Хрящи более старых животных, особенно хрящи ребер, гортани
и трахей, обнаруживают известковые отложения и поэтому после фиксации
' подлежат частичному декальцинированию. На замораживающем микротоме
можно, однако, вполне удовлетворительно нарезать хрящ, содержащий еще
довольно много извести. При окраске гемалауном и т. п. места, содержащие
известь, интенсивно окрашиваются в темносиний цвет. Длительное воздей-

Хрящевая ткань
377
ствие хромовых солей по Поммеру (1885) лишает способности к окраске
гематоксилином необизвествленное основное вещество хряща; у обизвествленного
она сохраняется.
1582. Для обзорных препаратов весьма рекомендуется окраска
гематоксилином Делафильда (см. 668), окрашивающим основное вещество хряща
в великолепный темносиний цвет, тогда как гемалаун обычно окрашивает
его лишь в бледносиний тон.
1583. Раствор галламиновый синий—натронные квасцы (см. 736) после
24-часового действия окрашивает хрящ в темносиний цвет, а ядра в розовый.
В целестиновом синем—хромовых квасцах или в целестиновом
синем—сернокислом алюминии хрящ окрашивается в интенсивный фиолетовый цвет
(см. 742).
1584. Очень интенсивно и резко окрашивается основное вещество хряща
толуидиновым синим, например по методу Доминичи (см. 726).
1585. Очень резкий контраст между основным веществом хряща и
соединительной тканью дает следующий метод (Ромейс, 1911; фиксировать
лучше всего по Гелли): а) ядра окрашивают квасцовым кармином или ядерным
прочным красным, ополаскивают дестиллированной водой; б) окрашивают
в сильно разбавленном подкисленном растворе метиленового синего (си; ниже),
12—24 часа; в) ополаскивают дестиллированной водой и фиксируют в
5-процентном растворе молибденовокислого аммония, 2—3 часа; г) несколько минут
промывают в проточной воде, дают ей стечь; д) окрашивают в хромотропе 2R
(насыщенный раствор в 95-градусном спирте), 1—3 мин.; е) быстро проводят
через абсолютный спирт. Ксилол.
Результат: хрящ яркосиний; ядра от фиолетового до красного;
коллагеновая ткань, мышцы и т. д. светлокрасные; пучки фибрилл и остео-
генная ткань яркокрасные.
Для приготовления раствора метиленового синего прибавляют
непосредственно перед окраской к 100 см3 дестиллированной воды 1—3 капли
концентрированного водного раствора красителя и подкисляют 20 каплями
0,5-процентного раствора соляной кислоты.
1586. Красивый цветной контраст дает также следующая окраска
(Ромейс, 1911): а) окрашивают в светлосинем растворе лионского синего на
абсолютном спирте, добавляя на 100 см3 1—2 капли йодной настойки, 24 часа;
б) через 70-градусный спирт быстро переносят в муцикармин (см. 2025),
который для окраски разбавляют 3 частями 70-градусного спирта, 24 часа.
Затем абсолютный спирт; ксилол; бальзам.
Результат: хрящкарминово-красный; кости и соединительная ткань
синие. Можно еще перед этим окрасить ядра квасцовым кармином или
железным гематоксилином Вейгерта.
1587. Шаффер-^1926) для выявления хрящевых капсул советует, между
прочим, предварительно прогрессивно прокрасить оранжевым G и докрасить
темнофиолетовым гематоксилином Делафильда. Результат: капсула
почти черно-синяя; клеточный дворик яркожелтый.
1588. А. Эвальд для этого помещает свежие тонкие хрящевые пластинки
лягушки или тритона в метиленовый синий (1 г на 2 л 0,5-процентного
NaCl) на 4—5 мин. После этого ополаскивает 0,5-процентным раствором
поваренной соли, затем держит 15 мин. в 10-процентном растворе
молибденовокислого аммония; промывает в дестиллированной воде; спирт; ксилол;
бальзам.
1589. Внутренний и наружный клеточные дворики могут быть выделены
окраской в очень разбавленном растворе пикрофуксина (Шаффер, 1926);
при этом внутренний дворик, включая хрящевую капсулу, интенсивно
окрашивается в красный цвет, а наружный вместе с межтерриториальным
веществом—в желтый. Фиксация в пикриновой кислоте с сулемой.

378 Глава XX
ЭЛАСТИЧЕСКИЙ ХРЯЩ
1594. Эластический хрящ находится в надгортаннике, в черпаловидных
хрящах и в ушной раковине. Для исследования в свежем состоянии требуются
очень тонкие срезы, лучше всего приготовленные при помощи
замораживающего микротома, так как объект непрозрачен. В сильно разбавленном
растворе иода эластическая сеть наряду с присутствующим иногда в
небольших количествах гликогеном окрашивается в коричневый цвет.
Методы фиксации такие же, как для тиалинового хряща.
Для окраски служат методы,, указанные для эластической ткани (см.
1556). На обычном препарате, окрашенном гемалаун—эозином, волокна
видны слабо. Молибденовый гематоксилин окрашивает их более интенсивно
(Патцельт, 1923). \
Нередко наряду с волокнами окрашивается более или менее интенсивно
и основное вещество хряща, вследствие чего оно несколько маскирует волокна.
Во избежание этого Шаффер (1926) рекомендует перенести срезы, окрашенные
кислым орсеином (см. 1556), на короткий срок в сильно подщелоченный
: j ; ~'
Шаффер (1926) окрашивает хрящевые капсулы, внутренние клеточные
дворики и .хондромукоидное вещество очень сильно разведенным тионином
(1—3 капли концецтрированного спиртового раствора на 10 см9
дестиллированной воды). Сразу после этого фиксация в 5-процентном растворе молиб--
деновокислого аммония. Межтёрриториальное вещество при этом остается
неокрашенным (фиксация спирт—формалином).
1590. Для выявления межтерриториального вещества Шаффер (1926)
окрашивает срезы из реберного хряща взрослого животного в течение 36—
48 час. сильно разведенным молибденовым гематоксилином по Гельду.
Если желательно одновременно окрасить и клеточные дворики, то
следует предварительно столько же времени окрашивать в очень сильно
разбавленном растворе резорцин—фуксина по П. Майеру (см. 1597); затем осно-г
нательная промывка в дестиллированной воде; спирт; ксилол; бальзам.
1591. Фибриллярная структура хряща проще всего распознается при
изучении в поляризованном свете (см. В. Шмидт, 1924), но надо следить, чтобы
в этом случае срезы не соприкасались с карбол-ксилолом. Для выявления
коллагеновых фибрилл с помощью окраски их прежде всего нужно
демаскировать, растворив окружающий их хондромукоид. Ганзен. (1905) сперва
хорошо и долго фиксирует спирт—формалином, затем обрабатывает непри-
клеенные срезы 1—3 часа 0,5-процентным едким калием, переносит еще на
несколько часов в спирт—формалин, хорошо промывает и окрашивает пик-
рофуксином по Ганзену (см. 709). Фибриллы интенсивно окрашиваются в
красный цвет.
Можно также фиксировать по Карнуа, срезы переварить трипсином й
окрасить азаном. Метод Бильшовского после такой предварительной
обработки также дает очень хорошие препараты.
1592. Тилльманс (1874) очищает хрящевые диски, например из
надколенной чашечки или мыщелков, от мягких частей и мацерирует их 3—7 дней в
растворе перманганата калия средней крепости или в 10-процентном растворе
поваренной соли. Первый раствор следует ежедневно сменять 4—6 раз.
Гиалиновое основное вещертво распадается на очень тонкие фибриллы,
соответствующие соединительнотканным фибриллам.
1593. Так называемый жировой хрящ находится в ушной раковине мышей
и крыс. С обеих сторон хряща сдирают кожу и окрашивают Суданом III
и гемалауном в свежем состоянии или после фиксации формалином.
Заключение в глицерин и т. п.

Хрящевая ткань
S79
спирт (5 капель 5-процентного едкого калия на 5 сиг3 96-градусного спирта),
в котором основное вещество хряща быстро дифференцируется, благодаря,
чему волокна и зерна начинают резко выделяться.
СОЕДИНИТЕЛЬНОТКАННЫЙ ХРЯЩ
1695. Соединительнотканный хрящ находится в межпозвоночных дисках,
в симфизе лобковых костей, а также в круглой связке. Фиксируют по Буэну,
Гелли, Штиве, Ценкеру, формалином, спирт—формалином и т. п. Окрашивают
азаном, сине-черным с пикриновой кислотой или другими
соединительнотканными окрасками.
ПРИГОТОВЛЕНИЕ ТОТАЛЬНЫХ ПРЕПАРАТОВ
1596. Для изготовления обзорных препаратов (тотальных препаратов)
эмбриональных скелетов пли целых эмбрионов применяют методы,
предложенные Люндваллем (1904, 1906, 1912 и 1927) и Шпальтегольцем.
Предварительная обработка. Фиксация в нейтральном
формалине 1 : 4. Промывка в воде. Пигментированные объекты отбеливают
в следующей смеси: перекиси водорода 3 см3, формалина 10 см3, воды 90 см3.
Отбелка, которую лучше проводить при 40°, продолжается при многократ-1
ной смене жидкости, от одного до нескольких дней. Тщательная промывка
в воде и удаление пузырьков воздуха прокипяченной водой или
водоструйным насосом.
Люндвалль (1927) в своей последней работе советует фиксировать
хрящевые и костные препараты в следующей смеси: формалина 10 см39
30-процентного раствора щавелевой кислоты в 95-градусном спирте 10—20 см3,
96-градусного спирта 70—80 еле3. Смесь хорошо проникает и в то же время
отбеливает. Если она мутнеет, ее возобновляют. Объекты оставляют в смеси
до тех пор, пока они не побелеют. Препараты хряща сразу переносят в 96-гра^
дусный спирт. Костные препараты сначала помещают в 1-процентный раствор
аммиака (от 1 до нескольких дней), затем на такой же срок формалин 1 : 10,
после чего основательно промывают и проводят по спиртам возрастающей
крепости. Очень богатый пигментом материал обесцвечивается в фиксирующей
жидкости не полностью, поэтому его следует еще отбелить дополнительно,
прибавив к раствору аммиака перекись водорода.
Окраска хряща: а) помещают в раствор толуидинового синего
с соляной кислотой (0,25 г толуидинового синего растворяют в 100 см3
70-градусного спирта с 1 см3 соляной кислоты и через 24 часа фильтруют),
окрашивают несколько дней при 40°; б) дифференцируют в течение
нескольких дней при 40° часто сменяемый солянокислым спиртом (0,25 см3 HCl
в 100 см3 70-градусного спирта) до тех пор, пока не останется интенсивно
окрашенным в темносиний цвет только хрящ; в) удаляют кислоту многократно
сменяемым 96-градусным спиртом; г) абсолютный спирт; д) абсолютный
спирт—бензол; е) бензол; ж) бензол—бензилбензоат (для молодых эмбрионов
1:1, для более поздних 2 : 3, для тканей взрослых 1 : 2). В последнее время
Люндвалль переносит препараты из бензола в насыщенный раствор нафталина
в бензоле. Коэффициент преломления этого раствора должен быть
установлен в соответствии с ткацью путем прибавления бензола (снижение) или
насыщенного раствора нафталина в анисовом масле (повышение).
Вместо толуидинового синего можно использовать следующий раствор:
метилового зеленого 1 а, 70-градусного спирта 1 л, ледяной уксусной
кислоты 5 см3. Дифференцировку производят в чистом 96-градусном спирте.
Перекрашивания не наступает. По Люндваллю (1927), материал от взрослых
животных окрашивать метиловым зеленым лучше, чем толуидиновым синим.

380
Глава XX
Результат: все части, содержащие хрящ, темносиние или темно-
зеленые.
Окраска хряща и к о с т ай. Предварительная обработка,
как указано выше. Для окраски приготовляют следующие стойкие основные
?астворы: раствор а (толуидинового синего 0,1 г; 95-процентного спирта
00 см*); раствор б (насыщенного раствора кристаллического ализарина
в 95-градусном спирте 10 см*, 1-процентной уксусной кислоты в
70-градусном спирте 90 см*).
Перед употреблением смешивают 1 часть основного раствора а, 4 части
основного раствора б и прибавляют 5 частей 1-процентной уксусной кислоты
на 70-градусном спирте. Окрашивают несколько дней при 40°, а затем
дифференцируют до прекращения отдачи краски попеременно в воде, слабо
подкисленной уксусной кислотой, и' в 70-градусном спирте.
Результат: кости и содержащие известь ткани красные; хрящ синий.
Окраска костей. Препараты лучше всего фиксировать в
щавелевокислом формалине (см. выше) и соответствующим образом дополнительно
обработать. После этого помещают в нейтральный ализариновый спирт
(90 см* 95-градусного спирта и 5 см* насыщенного раствора кристаллического
ализарина в 95-градусном спирте). Через 24—48 час. дифференцируют
в чистом (или слабоподкисленном уксусной кислотой) 95-градусном спирте до
о^гкраски мягких частей; затем дальнейшая обработка, как указано выше.
Результат: кости и содержащие известь ткани красные.
1597. П. Майер (1916) применяет для выявления хряща на тотальных
препаратах модифицированную окраску резорцин—фуксином. Для этого
осадок резорцин—фуксина (см. 1561) перед растворением в спирте
освобождают от излишка хлористого железа, тщательно промывая на фильтре
дестиллированной водой. Благодаря этому краситель теряет способность
окрашивать эластическую ткань, но в то же время интенсивно окрашивает
основное вещество хряща. После промывки осадок растворяют в
солянокислом спирте. Продолжительность окраски до нескольких дней; затем
промывают в 70-градусном спирте до тех пор, пока останется окрашенном один
только хрящ.
1598. Кроон (1930) получала на головах тритонов после фиксации
формалином и по Люндаллю плохие результаты, так как и хрящ и кость
окрашивались неудовлетворительно. Она рекомендует 7-дневную фиксацию
80-градусным спиртом, на 100 см* которого прибавляют 4—5 см* нейтрального
формалина. После этого отбеливают в смеси 1 части пергидроля и 2 частей
воды (нейтрализованной аммиаком) в течение 3—4 час. и даже дольше.
Промывка в обычной и дестиллированной воде по 1 часу. Затем по 24 часа
в 70-, 80-, 88-, 96- и 100-градусном спирте, растворы АА и ВВ по Шпальте-
гольцу (1914), 3—4 часа в абсолютном спирте, чистый бензол (для хранения).
Дли наблюдения голову переносят в смесь 5 частей винтергренового
масла и 1. части изосафрола.
Подробное изложение методов исследования хрящевой ткани см. у
Флеша_(1880), Ганзена (1905) и особенно у Шаффера (1926).

Глава XXI
КОСТНАЯ ТКАНЬ
НАБЛЮДЕНИЯ НАД СВЕЖИМ ПРЕПАРАТОМ
1599. Для наблюдений на свежих препаратах берут тонкие костные
пластиночки из лабиринта решетчатой кости мыши, черепные кости тритона,
балочки губчатой кости п т. п., с которых тщательно соскабливают
приставшие мягкие части. Наблюдение ведут в индифферентной жидкости,
например в растворе Рингера, к которому в известных случаях прибавляют
метиловый фиолетовый, тионин или нейтральный красный. Этим способом
можно довольно хорошо исследовать костные канальцы и костные тельца.
.На таких препаратах очень удобно также проводить различные
гистохимические реакции, например выявление кальция, фосфатов калия и т. п.
(В. Шультце, 1925).
О приготовлении срезов из недекальцинированной костной ткани см.
Фонвиллер, Лёв и Шиллинг (1930) и 490.
1600. Для наблюдения в свежем состоянии компактного вещества кости
выпиливают со свежей кости тонкие срезы и шлифуют их на вращающемся
наждачном диске, все время подбавляя при этом физиологический раствор
поваренной соли. Если затем покрасить их 24 часа в сильно разведенном
водном растворе хинолеинового синего (Захариадес), то можно очень хорошо
наблюдать окрашенные в красноватый цвет костные клетки и их отростки.
1601. Прижизненная окраска. О прижизненном окрашивании растущей
кости путем скармливания краппа, ализарина и т. п. см. 796. Для
исследования выпиливают тонкие срезы, шлифуют их напильником или на камне,
а затем заключают и исследуют свежими или же быстро обезвоживают и
заделывают в сухой канадский бальзам (см. 1666).
• 1602. Скармливание ализарина и краппа не вполне равноценны, так как
в краппе наряду с ализарином имеется также пурпурин-карбоновая кислота,
которая окрашивает значительно сильнее ализарина (Рихтер, 1937).
1603. Трипановый синий окрашивает у молодых мышей прижизненно
остеобласты, одонтобласты и внутренние эмалевые клетки. В костях, дентине
и эмали окрашиваются в диффузный синий цвет только их необизвествленные
части (Блотефогель, 1924).
О фиксации препаратов, окрашенных трипановым синим, см. 766 и 767.
ДЕКАЛЬЦИНАЦИЯ
Общие замечания
1604. Для того чтобы костную ткань сделать годной для резки,
необходимо удалить отложенные в ее основном веществе известковые соли.
Эта процедура называется декальцинацией. Для этой цели соответствующую
ткань обрабатывают кислотой, которая освобождает соли кости. В
результате, вместо исходных нерастворимых в воде соединений образуются
соединения, растворяющиеся в спирте или воде и легко удаляющиеся при
промывании.

382
Глава XXI
1605. Декальцинации должна предшествовать хорошая, основательная
фиксация. Для обзорных препаратов и для выявления фибрилл особенно
пригоден формалин; для цитологических исследований—жидкости Гелли,
Гейденгайна (см. 344) или Штиве (см. 333). Особенно рекомендуются жидкости,
содержащие формалин, так как после них, при последующей
декальцинации, коллагеновая соединительная ткань менее набухает. Для более тонких
исследований фиксируют, конечно, не целые кости, а маленькие выпиленные
костные диски. Распиливаемую кость лучше всего зажать в тиски между
двумя кусочками пробки. Наиболее мелкие кусочки можно фиксировать
для цитологических исследований и в жидкости Флемминга.
Делоне (1936) фиксирует кусочки кости толщиной около 1 см 48 час.
в вакууме, причем в жидкостях, содержащих уксусную кислоту, он
заменяет последнюю равным количеством 5-процентной трихлоруксусной
кислоты.
1606. После фиксации фиксирующую жидкость следует хорошо удалить
промывкой в воде (или соответственно в спирте); в противном случае при
последующей обработке кислотой могут образоваться труднорастворимые
осадки. После промывки препараты сперва проводят через спирты до
96-градусного спирта, а затем обратно до воды. Только после этого приступают
к декальцинации.
От этого правила отклоняются лишь при употреблении фиксаторов,
которые одновременно и фиксируют и декальцинируют, например при
употреблении пикриновой и трихлоруксусной кислот.
1607. Декальцинацию производят в больших количествах жидкости,
которую следует ежедневно сменять. При этом декальцинируемый объект
подвешивают йа нитке или в фарфоровом сите в верхнем слое жидкости с тем,
чтобы растворяющиеся соли могли опускаться на дно. Продолжительность
декальцинации значительно варьирует в зависимости от материала и
характера жидкости. Надлежащая степень декальцинации достигается тогда,
когда объекты становятся совершенно мягкими и режутся ножом без хруста
й без значительного сопротивления. Следует избегать применения
излюбленного способа проверки степени декальцинации сгибанием объекта или
надавливанием на него, так как это приводит к повреждению тонких
структур препарата.
Частое помешивание декальцинирующей жидкости, например при помощи
водяного колеса Томаса, может очень сократить срок декальцинации.
Делоне (1936) производит декальцинацию в ежедневно обновляемой
^процентной трихлоруксусной кислоте в вакууме.
1608. Окончание декальцинации можно устанавливать также путем
определения содержания кальция в декальцинирующей жидкости (Шиплей).
Для этого испытываемый объект подвешивают в 50 см8 свежей 5-прр-
центной азотной кислоты, приготовленной на дестиллированной воде (!).
Через 12 час. берут 5 см8 раствора (предварительно взболтав!), добавляют
ä ному 2 капли раствора метилового красного и Затем по каплям приливают
аммиак до перехода окраски индикатора в стойкий желтый цвет. После этого,
прибавляют еще 2 см3 насыщенного раствора щавелевокислого аммония,,
взбалтывают и оставляют на 1 час стоять. Если появляется осадок оксалата
кальция, то значит декальцинация еще недостаточна, и объект следует
снова поместить в декальцинирующую жидкость. Этот метод имеет
значение главным образом при декальцинации объектов, залитых в целлоидин
(см. 1611).
Гольдгаммер (1929) советует контролировать ход декальцинации при
помощи лучей Рентгена.
1609. После декальцинации кислота должна быть тщательно отмыта.
При таких декальцинирующих жидкостях, как трихлоруксусная кислота;

Костная ткань
383
пикриновая кислота, отмывку производят 80—90-градусным спиртом; при
декальцинации неорганическими кислотами—водой. В последнем случае,
во избежание набухания соединительной ткани, объект перед промывкой
необходимо поместить на 24 часа в жидкость, уменьшающую набухание,
например в 5-процентный раствор сернокислого натрия или лития. /
1610. Для заливки, особенно крупных кусков, рекомендуется в первую
очередь целлоидиновый метод. Однако при надлежащей и полной
декальцинации, особенно более мелких объектов, можно применять и парафиновую
методику. Вейденрецх (1923) советует для резки клиновидный нож Юнга NC
твердрсть 2. Срезы кости при резке часто сильно наэлектризовываются;
с этим явлением можно бороться, если сильно подышать на срезаемую
поверхность. Впрочем, для костной ткани можно особенно рекомендовать замот
раживающий микротом, тем более что на нем можно хорошо резать объекты
и до полной их декальцинации.
1611. Если существует опасение, что при декальцинации может
произойти смещение органических составных частей объекта, то рекомендуется
перед декальцинацией залить объект в целлоидин; целлоидиновый блок
уплотняют в 80-градусном спирте, удаляют спирт промывкой в воде, а затем
декальцинируют по 1613 (Шаффер, 1902).
1612. При выборе декальцийирующей жидкости нужно учитывать
следующее: на первом месте стоит декальцинация в азотной кислоте или
сернистой кислоте с последующей обработкой в сернокислом натрии или литии
(см. 1613 и 1615). В большинстве случаев достаточно такой обработки;
Клеточные структуры и способности к окрашиванию при правильном
применении этих жидкостей сохраняются очень хорошо. Они пригодны также для
выявления костных фибрилл и первичных канальцев. Однако для последних
целей существует классический метод декальцинации соляной кислотой
с поваренной солью по Эбнеру (см. 1617). Превосходные результаты дает
также трихлоруксусная кислота; она хорошо декальцинирует, не повреждая
ткани, особенно при прибавлении формалина (см. 1619). Молодой
эмбриональный материал часто достаточно полно декальцинируется в жидкостях,
содержащих уксусную или хромовую кислоту (например, в жидкостях
Флемминга).
Декальцинирующие жидкости
1613. По Шафферу (1902), азотная кислота, разведенная водой, является
наиболее быстро и хорошо декальцинирующей жидкостью. Лучше всего ее
применять в 5—7-процентном водном растворе. Для приготовления раствора
в мензурку с притертой пробкой наливают 5—7,5 см* химически чистой
концентрированной азотной кислоты (уд. вес 1,40) и добавляют до 100 см*
дестиллированной водой. При обилии жидкости и частом взбалтывании
0,4 з самой плотной кости декальцинируется уже в течение 10 час. После
декальцинации для подавления набухания соединительной ткани кусочки
на 24 часа подвешивают в 5-процентный раствор сернокислого натрия или
лития. Лишь после, этого промывают 24—48 час. в проточной воде.
Не рекомендуется применять как более низкие, так и более высокие
концентрации раствора. В первом случае наступает набухание, в последнем—
повреждение клеточных структур, причем более высокое содержание кислоты
вряд ли существенно усиливает декальцинирующее действие.
1614. Прибавление к азотной кислоте спирта или флороглюцина,
рекомендуемое различными авторами,, невыгодно, так как оно часто только
задерживает декальцинацию. Гауг (1891) рекомендует смесь: флороглюцина 1 г,
азотной кислоты. 10 см* (осторожно при растворении!), дестиллированной
воды 50 см*. Тома (1894) рекомендует смесь: азотной кислоты 100 см*;
9,6-градусн.ого сцирта 500 см*. Прибавление формалина не вредит: например

384
Глава XXI
Александер (1905) рекомендует: азотной кислоты 70 еле8, формалина 50 см*9
дестиллированной воды 1л.
1615. Сернистую'кислоту (насыщенный водный раствор, содержащий
5% кислоты) используют для декальцинирования в неразведанном виде
(лучше предварительно фиксировать формалином, а не растворами,
содержащими сулему). После фиксации 1—2 дня промывают в проточной воде.
Сернистая кислота декальцинирует быстро и равномерно. Для
декальцинации плечевой кости взрослой морской свинки требуется 1—2 дня, для
конечностей тритона нужно всего 2—4 часа, для более крупных
человеческих костей 8 дней. В более мелких костях, зафиксированных надлежащим
образом и декальцинировавшихся не дольше 2—5 час, мягкие части
обнаруживают еще хорошую сохранность тонких клеточных структур.
Способность к окрашиванию также мало нарушается.
1616. Действие сернистой кислоты, введенной Циглером (1899), состоит
в том, что нерастворимый в воде третичный фосфат кальция, составляющий
вместе с углекислой известью основную часть неорганических составных
частей кости, переводится под влиянием сернистой кислоты в легко
растворяющийся в воде первичный фосфат кальция.
1617. Для обнаружения фибриллярной и пластинчатой структур
костной ткани, а также первичных канальцев особенно пригоден раствор
соляной кислоты с поваренной солью по Эбнеру (1875). В этом растворе, однако,
значительно страдают клеточные структуры и способность ядер к
окрашиванию. При декальцинации по Эбнеру поступают следующим образом:
100 см* насыщенного на холоду раствора поваренной соли разбавляют
100 см* воды и прибавляют 4 см* аптечной соляной кислоты (для зубов
до 10—20 см*). Во время пребывания декальцинируемой кости в этой
жидкости к ней ежедневно прибавляют по 1—2 см* соляной кислоты до тех пор,
пока кость не сделается мягкой и легко режущейся. После этого кость
несколько дней промывают в насыщенном на холоду водном растворе
поваренной соли. Последний вскоре принимает кислую реакцию, которую
нейтрализуют постепенным прибавлением следов разбавленного раствора
аммиака, что продолжается до тех пор, пока не прекратится отдача кислоты
костью (испытывают лакмусовой бумажкой). Жидкость декальцинирует
очень медленно, но дает хорошие результаты. Срезы, декальцинированные
в смеси NaCl с соляной кислотой, после тщательной промывки лучше всего
окрашивать генциановым фиолетовым (см. 1649), карболовым тионином—
пикриновой кислотой (см. 1643), антраценовым синим (см. 741) или галлеи-
ном (см. 1626).
1618. Соляная кислота (аптечная) как таковая для декальцинации
обычно не рекомендуется.
1619. Трихлоруксусная кислота в 5-процентном водном растворе
довольно быстро декальцинирует и одновременно фиксирует. Целесообразно
прибавлять к ней 10—20% формалина. Для декальцинации маленьких
кусочков обычно достаточно 1—4 дней. Промывают в 90—96-градусном
спирте, но ни в коем случае не в воде, так как после такой обработки
соединительная ткань очень сильно набухает.
Декальцинацию в трихлоруксусной кислоте можно рекомендовать
и после предварительной фиксации в формалине, жидкости Буэна и т. п.
Способность к окраске сохраняется хорошо.
Делоне производит декальцинацию в ежедневно сменяемой
1-процентной трихлоруксусной кислоте, в вакууме.
1620. Пикриновая кислота (в концентрированном водном растворе)
декальцинирует очень медленно и поэтому применяется лишь для
эмбриональных объектов и для костей мелких животных. Клеточные структуры
и способность окрашиваться она сохраняет очень хорошо. После декаль-

Костная ткань
385
цинации,^ которая длится от одного до нескольких месяцев, промывают
в 70—80-градусном спирте (не в воде!).
Быстрее действует смесь пикриновой кислоты с азотной (см. 313).
1621. Для декальципации употребляется также муравьиная кислота,
так как она очень слабо .влияет на окрашиваемость (Мураяма, 1937).
Концентрированную муравьиную кислоту разбавляют равным количеством
70-градусного спирта. Препараты должны быть до этого хорошо
профилированы формалином. Если после этого производится промывка в
70-градусном спирте или разбавленном формалине (1 : 9),/то соединительная ткань
набухает лишь незначительно. Муравьиная кислота особенно
рекомендуется для декальцинации зубов. . .
1Q22. Весьма хорошую, но также и очень медленную декальцинацию
дает жидкость Мюллера. Кусочки кости сперва фиксируют 3 дня в
формалине (1 ; 4), а затем помещают в жидкость Мюллера. Последнюю нужно
возобновлять каждые 2 недели (не чаще). Для декальцинации бедра крысы
требуется 22—30 дней, для костей человека нужны месяцы и годы. При
37° процесс течет несколько быстрее. Этот метод особенно ценен для
различения обизвествленной костной ткани от.необизвествленной; первая,
окрашивается гемалаун—эозином в синий цвет, вторая—в красный. После
промывки срезы обычно приготовляют на замораживающем микротоме или
простой бритвой (см. особенно у Поммера, 1885) или заливают объект в
целлоидин.
Методы окраски
ПРИГОТОВЛЕНИЕ ОБЗОРНЫХ ПРЕПАРАТОВ
1623. При расправлении и приклеивании парафиновых срезов,
содержащих костную ткань, поступают по 547.
Замороженные срезы вылавливают при помощи предметного стекла
в расправленном состоянии из воды мягкой кисточкой и осторожно
освобождают от излишних обрывков ткани; затем предметное стекло снова
погружают в воду, переворачивают срез и таким же способом очищают другую
сторону. Можно также рекомендовать исследование неокрашенных срезов
в 10-процентном растворе поваренной соли или в глицерине. Заключение
и окантовка по 815.
1624. Ненаклеенные срезы кости в ксилоле легко делаются хрупкими
и волнистыми и при заключении плохо разглаживаются. Во избежание
этого срезы из 90-градусного спирта переносят в терпинеол, на поверхности
которого они хорошо расправляются и остаются гибкими. Затем, сменив
один раз терпинеол, можно заключить в него женили в цедакс. Эупараль
также дает возможность обойтись без абсолютного спирта и ксилола (см. 850).
1625. Для окраски обзорных препаратов очень рекомендуется
разведенный гематоксилин Делафильда; он большей частью очень отчетливо
подкрашивает костные тельца, спайные линии и т. д.
На препаратах, утративших из-за длительной декальцинации азотной
кислотой способность окрашиваться обычными методами, можно часто
получить красивую ядерную окраску, поместив срезы в гемалаун на 5—6 час.
или более при 38—40°. Затем промывка; эозин и т. д., как обычно.
1626. Прекрасные обзорные препараты получаются также при
введенной Бехёром (см. Петерсен, 1926) окраске раствором галлеина с хлористым
алюминием. Приготовление: 0,1г галлеина вносят в 100 см3
кипящего 5-пропентного "раствора хлористого алюминия и кипятят 15 мин.;
остудив, дополняют до 100 см3; фильтруют и разбавляют в отношении 1 : 5—
1 : 10; продолжительность окраски 12—24 часа.
25 в. Ромейс

386
Г лае а XXI
Результат: спайные линии, костные клетки, ядра, эластические
волокна и т. д. выступают отчетливо.
1627. В водном растворе галлеин окрашивает кость в течение 24 час.
метахроматически в коричневато-красный цвет, остальные же ткани
становятся серо-фиолетовыми. Свежеприготовленный раствор в 2-процентном
растворе буры (раствор неустойчив) хорошо выделяет также и ядра.
Последний метод имеет значение для тканей, содержащих известковые спикулы;
когда важна полная сохранность последних.
1628. Церулеин А (в 2-процентном растворе буры) интенсивно
окрашивает костную ткань в зеленый цвет, все же остальное остается
неокрашенные продолжительность окраски—24 часа.
1629. Антраценовый желтый С в водном растворе дает интенсивную
желтую окраску кЬстной ткани; продолжительность окраски 24 .часа;,
см. Бехер (1921).
МЕТОДЫ ДИФФЕРЕНЦИАЛЬНОГО ВЫЯВЛЕНИЯ ОБИЗВЕСТВЛЕННОЙ4 .
И НЕОБИЗВЕСТВЛЕННОЙ КОСТНОЙ ТКАНИ
1630. Относящиеся сюда методы делятся на группы; одним методам
предшествует полное декальцинпрование (см. ,1631), при других
известковые, соли не удаляются и^Ги же удаляются лишь частично.
1631. Особенно рекомендуется окраска гемалаун—эозином по Бокку
(1924). Предварительным условием успеха окраски является
выдерживание препаратов в жидкости Мюллера с формалином (1 л 5-процентного
раствора формалина и 250 см3 жидкости Мюллера), срок—в зависимости
от величины объекта—8—30 дней. Декальцинация по Эбнеру (см. 1617)
или в 5-процентной азотной кислоте (см. 1613). Удаление кислоты в
полунасыщенном растворе поваренной соли (3—6 дней) или в ^5-процентном
растворе калийных. квасцов (24 часа). Промывка в проточной воде,
24—48 час. Обезвоживание и помещение в 2-процентный целлоидин на
10—14 дней или же на 4—6 дней в 4-процентный; затем заливка. Срезы
толщиной 5—10 р. окрашивают 12—18 час. в растворе гематоксилина Ганзена,
Раствор каждый раз приготовляют свежий следующим образом. Раствор а:
1 г гематоксилина в 10 см3 абсолютного спирта. Раствор б: 20 а калийных
квасцов в 200 см3 дестиллированной воды. Раствор в: \ г перманганата калия
в 16 см3 дестиллированной воды. Растворы а ж б соединяют, прибавляют
3 см3 раствора в и все вместе кипятят 1 мин.; после охлаждения фильтруют.
Дифференцировка сильно перекрашенных срезов в смеси чистого глицерина
с. равным количеством ледяной уксусной кислоты 5—20 мин. или дольше.
Промывка в течение, 1 часа в проточной воде. Подкраска спиртовым
эозином (4 : 1000), 5 мин.; затем 96-градусный спирт; абсолютный спирт;
креозот; канадский бальзам (или лучше 96-градусный спирт,.терпинеол; ксилол;
цедакс) или же перенесение обратно в воду и постепенное заключение в
глицерин. Результат: части, первоначально содержащие известь и не пол-.,
ностью декальцинированные,—синие; лишенные извести—красные.
1632. На целлоидиновых срезах с рахитичных костей после неполной
декальцинации в жидкости Мюллера обычный квасцовый гематоксилин
Бёмера элективно окрашивает обизвествленную ткань в синий цвет. Не-
обизвествленная же ткань окрашивается в квасцовом гематоксилине Бёмера
при прибавлении 10-процентного ацетата натрия (Штельтцнер, 1919).
Для приготовления редко употребляемого в настоящее время квасцо- •
вого гематоксилина по Бёмеру растворяют (по Шморлю) 1 г гематоксилина
в 10 см3 96-градусного спирта и прибавляют к 200 см3 10-процентного
раствора калийных квасцов; затем на 10—14 дней оставляют созревать.
Оригинальные указания Бёмера очень неточны.

Постная ткань
387
1633, Поммер для обнаружения ранее обизвествленных мест на де-
кальцинированном препарате фиксирует в жидкости Мюллера и
декальцинирует по 1617. Замороженные срезы из воды помещают на 12—18 час.
в 0,002-процентный водный раствор метилового фиолетового (или в
0,004-процентный водный раствор далии, или в 0,016-процентный водный раствор
сафрапина). Исследуют в растворе красителя или в глицерине с
прибавлением небольшого количества того же красителя.
МЕТОДЫ МОРФОЛОГИЧЕСКОГО ОБНАРУЖЕНИЯ ИЗВЕСТИ1
I 1634. Срезы материала, декальцинированного любым способом, Эрёс
(1928) освобождает от парафина и переносит в 1-процентный раствор
кислотного фуксина, насыщенный на холоду калийными квасцами. Затем быстро
споласкивает водой, обсушивает фильтровальной бумагой и
дифференцирует в солянокислом спирте. Для приготовления солянокислого спирта
берет: абсолютного спирта 97 си8, соляной кислоты (уд. вес 1,126) 3 см*.
Продолжительность дифференцировки 1—12 час. под контролем; затем
промывает в абсолютном спирте; ксилол; бальзам. Р е з у л:ь гат: ткани,
содержащие известь (и после декальцинирования), интенсивно красные;
ядра красные; соединительная и мышечная ткани бледнокрасные. Этот
метод пригоден также для выявления при помощи окраски (негистохимит
ческого) известковых отложений в других органах, например в сосудах,
в шишковидной железе и т. д.
Для дифференциального выявления фосфорнокислой извести (черная)
и углекислой извести (красная) Эрёс сначала обрабатывает препараты
по методу Косса (см. 1637), а затем, указанным выше методом.
1635. При работе со второй группой методов, которые имеют своей
целью обнаружение известковых отложений в недекальцинированном
препарате, нужно учитывать, что все фиксирующие жидкости, кроме спирта;
оказывают декальцинирующее действие. Формалин уже после нескольких
дней воздействия тоже растворяет известковые соли вследствие
образования кислоты. При длительном действии даже дестиллированная вода раство:
ряет известь, находящуюся в срезах (Шусцик, ;1920).
Из-за трудности изготовления срезов нормально развитой кости методы
выявления известковых отложений в недекальцинированных препаратах
обычно применяют на тонких осколках костей, например на костях
лабиринта, на балочках губчатого вещества и т. п.
1636. Фосфорнокислая известь при прибавлении разбавленных кислот
(например, 2-процентной соляной кислоты) растворяется без образования
пузырьков газа; углекислая известь дает пузырьки СОа.
1637. Метод Косса (1901); Фиксация спиртом. Замороженные или
парафиновые срезы от недекальцинированного или не вполне декалыщнн-1
рованного материала помещают из дестиллированной воды на 10—60 мин.,
при сильном освещении, в 5-процентный раствор азотнокислого серебра.
После промывки в дестиллированной воде срезы переносят на. несколько
минут в 1-процентный раствор пирогалловой кислоты. Затем их
споласкивают дестиллированной водой и фиксируют в течение 3—5 мин.. в
5-процентном растворе гипосульфита. Тщательная промывка в обычной воде;
возможна подкраска квасцовым кармином, ядерным прочным красным,
сафранином и т. п. Ряд спиртов: ксилол; бальзам. Результат: места,
содержащие известь, интенсивно черные. Данный метод служит прежде
всего для обнаружения фосфорнокислой извести (см. также 1634 и 163$).
1 О гистохимическом выявлении кальция см. 1216—1223.
25*

388
Глава XXI
Нужно учитывать, что жирные кислоты, а также хлориды, фосфаты
и карбонаты других оснований также могут реагировать с серебром.
Почти все остальные металлы обладают подобно серебру сродством
к обизвсствленной ткани. Подробности см. Штельтцнер (1905).
1638. По Циллю (1924), при помощи метода Косселя можно отличать
углекислую известь от фосфорнокислой. При наличии фосфорнокислой
извести после переноса объекта в азотнокислое серебро появляется яркий
желтый осадок, который лишь постепенно восстанавливается и чернеет
благодаря присутствующим белкам. Осадок лучше всего наблюдать под
микроскопом при падающем свете. -
1639; Выявление в тканях нерастворимых известковых солей по Гёмёри
(1932). Метод основан на том, что при действии растворов солей серебра
на ткань, содержащую известь, между известковыми солями и солями
серебра происходит реакция, при которой на месте известковых солей
(по крайней мере на месте фосфата) отлагается соответствующее соединение
серебра. Сразу после этого серебряная соль восстанавливается до
металлического серебра, а известковые соли, не принимавшие участия в
реакции, удаляют путем декальцинации.
Методика: а) кусочки толщиной не более 1—2 мм фиксируют
в 80—96-градусном спирте, 2—3 дня; б) промывают в несколько раз
сменяемой дестиллированной воде, 4—5 час, в) серебрят в 1,5-процентном
растворе азотнокислого серебра, 6—10 дней; раствор несколько раз
сменяют; ткань должна принять самое большее светлый коричневато-желтый
цвет; г) промывают 3—4 дня в дестиллированной воде, которую сменяют
ежедневно по 4—5 раз; сливаемая напоследок отмывная вода не должна
давать помутнения с соляной кислотой; д) восстанавливают в
свежеприготовленном 5-процентном растворе гипофосфита натрияПеред
употреблением на 100 см3 прибавляют 4—5 капель 0,1н. едкого натрия.
Продолжительность восстанавливания 4—6 дней. Как только раствор начинает
становиться коричневым, его заменяют. Помутнение наступать не должно;
оно указывает на плохую отмывку; е) промывают в проточной воде,
3—4 часа; ж) фиксируют в несколько раз сменяемом 3—5-процентном
растворе гипосульфита, 2 дня; з) промывают в проточной воде; обезвоживание
и заливка, как обычно; процедуры, начиная с серебрения до фиксации
гипосульфитом, должны производиться в темноте.
Результат: известь интенсивно черная.
Недостаток метода—в слабой проницаемости раствора серебра, отчего
часто, оказывается, что известь хорошо выявлена лишь в краевой зоне.
1640. Для выявления фосфата кальция Рёль погружает замороженные
срезы на несколько секунд в 1-процентный азотнокислый раствор молибде-
новокислого аммония; при этом образуются молибденовокислые фосфаты
аммония. После этого срезы промывают в азотнокислой воде и
восстанавливают в хлористом олове; в результате места, содержавшие до этого, фосфат
кальция, принимают вследствие образования окиси молибдена интенсивно
синий цвет. Остальные ткани при правильно проведенной реакции должны
иметь лишь бледносинюю окраску.
1641. Для выявления в ткани хлопьевидного фосфата служит метод,
выработанный Гейдерманнсом и Вурмбахом (1934). Он основан на
способности солей уранила давать с РО* осадок, нерастворимый в уксусной
кислоте, но растворимый в разведенных минеральных кислотах. Фиксация
формалином. Заливка в парафин. Методика: а) из дестиллированной
воды срезы переводят на 1,5—2 часа в 1-процентный раствор сернокислого
уранила; б) споласкивают дестиллированной водой; в) на очень короткий
срок погружают в 1-процентную азотную кислоту для удаления рыхло
адсорбированного уранила; г) споласкивают дестиллированной водой;

Костная ткань
389
д) переносят на 20 мин. в 5-процентный раствор железистосинеродистого
калия (при этом еще не должна наступать реакция или же она будет совсем
слабой; в противном случае это указывает на слишком сильное действие
азотной кислоты); е) споласкивают водой; ж) помещают в 5-процентную
азотную кислоту на 2—5 мин,, в которой почти мгновенно появляется темно-
коричневая окраска зон окостенения; з) многократно споласкивают водой;
и) докрашивают тионином, 10 мин.; к) спиртовый ряд; ксилол; бальзам.
Результат: фосфат густого темнокоричневого цвета, костная
ткань пурпурно-красная,- эритроциты зеленые, соединительная ткань синяя.
ВЫЯВЛЕНИЕ КОСТНЫХ КЛЕТОК И КОСТНЫХ КАНАЛЬЦЕВ
1642. ^Костные тельца очень часто становятся хорошо видимыми уже
после сильного перекрашивания гематоксилином Делафильда, особенно
если материал был фиксирован в жидкости Гелли. Наиболее отчетливо
выявляются костные тельца следующими методами (см. 1643—1644).
1643. Окраска тионином с пикриновой кислотой по Шморлю.
Фиксировать лучше всего в жидкости Мюллера с формалином или в одном,
формалине; употребления сулемы следует избегать. Декальцинация в жидкости
Мюллера с прибавлением 3-процентной азотной кислоты, или в 5-процентной
азотной кислоте, или по Эбнеру. Замороженные или целлоидиновые срезы
сперва помещают на 10 мин. в воду, а затем окрашивают в карбол—тионине
по Николлю (100 см* карболовой воды и 10 см* раствора тионина,
насыщенного на 50-градусном спирте) или же в растворе тионина (1 часть
насыщенного на 50-процентном спирте раствора тионина и 10 частей
дестиллированной воды); продолжительность окраски 10 мин.; затем споласкивают
водой и переносят в насыщенный водный раствор пикриновой кислоты
на 30—60 сек.; снова споласкивают и дифференцируют в 70-градусном
спирте до прекращения отдачи облачков краски (около 5—10 мин.);
96-градусный спирт; карбол-ксилол; ксилол; бальзам. Если окраска не вполне
удается, то к тионину прибавляют 1—2 капли аммиака. Результат:
костные полости темнокоричневые на светлокоричневом ' фоне. Клетки
красные.
1644. Окраска тионином с фосфорновольфрамовой кислотой по Шморлю
(«паноптическая окраска кости»). Тонкие диски кости фиксируют в
формалине, уплотняют в течение 5—8 недель в жидкости Мюллера и декальци-
нируют в ней же, в азотной кислоте или по Эбнеру. Замороженные или
целлоидиновые срезы (не толще 10 р.) окрашивают 3 мин. в указанном
(см. 1643) растворе тионина с прибавлением аммиака. После ополаскивания
водой на 1—2 мин. переносят в 70-градусный спирт, быстро споласкивают
дестиллированной водой и в течение короткого срока дифференцируют
насыщенной фосфорномолибденовой или фосфорновольфрамовой кислотой
(поскольку эти кислоты повреждают металл, следует работать только со
стеклянными инструментами). Затем срезы промывают до тех пор, пока они
не станут светлосиними (около 5—10 мин.); фиксируют 1—2 часа в
формалине, разведенном пополам с водой, или 5 мин. в разбавленном растворе
аммиака (1 : 10) и переносят прямо в 90-градусный спирт, который один раз
сменяют; карбол-ксилол; ксилол; бальзам. Если основное вещество
получается слишком темным, то после 90-градусного спирта переносят в
1-процентный .солянокислый спирт, а затем основательно промывают водой.
Результат: костные полости и их разветвления интенсивно окрашены
в сине-черный цвет;, протоплазма и ядра диффузно-синие; основное вещество
голубого й от красноватого до пурпурно-красного цвета (на
препаратах по Мюллеру). Границы пластинок и спайные линии различаются
отчетливо.

390
Глава XXI
1646. Для выявления костных клеток очень рекомендуются шлифы
по методу Рупприхта (1913, 1931). Свежевзятые тонкие кусочки кости
(осколки, тонкие срезы, сделанные пилой) помещают в насыщенный раствор
фуксина (некислотного фуксина!) в хорошо закрытой чашке. Рупприхт
начинает с раствора красителя, насыщенного на 50-процентном спирте,
и проводит через растворы, насыщенные на 60-, 70-, 80-, 90- и 96-градусных
спиртах до абсолютного спирта (действуя каждым по 1 дню). Кромпехер
(1937) с тем же результатом использует лишь 3 насыщенных раствора,
а именно на 50-, 96-градусных и абсолютном спиртах (продолжительность
по 2—3 дня). Из красящего раствора, приготовленного на абсолютном
спирте, кусочки переносят непосредственно в ксилол, где они могут
оставаться без вреда долгое время. После этой предварительной обработки
из кусочков, постепенно смачивая их ксилолом, отшлифовывают тонкие
пластинки на шлифовальном камне или на матовом стекле с различной
зернистостью и с прибавление^ тончайшей порошкробразной пемзы
(см. также 1658). При шлифовании и при контролировании под
микроскопом нужно строго следить за тем, чтобы шлиф не подсыхал. Готовый шлиф
тщательно споласкивают сменяемым несколько раз ксилолом, очищают
препаровальным перышком (см. 132) и заключают в цедакс Р е з у л ь-
т а т: ярко окрашенные в красный цвет костные клетки не обнаруживают
заметного сжатия и хорошо выделяются со всеми своими отростками на
неокрашенном фоне. Ядра черно-красные.
Этот метод дает превосходный результат. Для получения полной
прокраски важно, чтобы кусочки кости не были слишком толстыми. Периост
следует соскоблить до помещения в красящий раствор. Важно также, чтобы
препарат был достаточно тонко отшлифован, так как на толстых шлифах
отростки костных клеток накладываются друг на друга и поэтому видны
неотчетливо.
Для изготовления насыщенных растворов красителя требуется на
100 см3 50-градусного спирта 7—8 а фуксина, на 100 см3 96-градусного спирта
2 а и на 100 см3 абсолютного спирта около 1,5 а. Нужное для окраски
количество красящего раствора декантируют. После употребления его можно
слить обратно в склянку с запасным раствором. Этот метод можно
применять и для других твердых субстанций, например для зубной ткани или
рогов.
Для костной ткани, фиксированной формалином, Бюзинг (1939)
рекомендует насыщенный раствор фуксина на метаноле. Вообще же
предпочти тельнее употреблять свежую, нефиксированную ткань.
1646. Пограничные влагалища вполне отчетливо выступают на срезах
из кости, фиксированной формалином и декальцинированной в азотной
кислоте, после 24-часовой окраски разведенным гематоксилином
Делафильда.
1647. Для изоляции пограничных влагалищ и костных телец тонкий
кусочек кости покрывают каплей азотной кислоты и глицерина и
накладывают покровное стекло. Через 24 часа они легко изолируются при
надавливании на покровное стекло.
ВЫЯВЛЕНИЕ ФИБРИЛЛЯРНЫХ СТРУКТУР
1648. Фибриллярные структуры кости можно очень хорошо наблюдать
уже в неокрашенном состоянии на замороженных срезах из материала,
•декальцинированного в азотной или соляной кислоте. Для наблюдения целе-,
сообразно заключать срезы в слабопреломляющую среду (например, в
насыщенный водный раствор уксуснокислого калия njy =1,370), в 10-процентный
раствор поваренной соли или 5-процентный раствор хлоралгидрата и т. п.

Костная ткань
391
Особое значение для выяснения фибриллярного строения имеет
исследование в поляризованном свете. Срезы, подлежащие исследованию в
поляризованном свете, не должны обезвоживаться в карбол-ксплоле.
1649. Для выявления пластппчатой п фибриллярной структур кости
в окрашенном- виде Вейденрейх (1923) рекомендует в качестве лучшего
метода окраску на фибрин по Вейгерту генциановым фиолетовым на
анилиновой воде. До. дифференцировки окраску проводят, как описано в 1424.
Окраска: а) окрашивают в анилиновой воде с генциановым фиолетовым,
5—10 мин.; б) сливают красящий раствор и обсушивают фильтровальной
бумагой; в) раствор иода в йодистом калии, 5—10 мин.; г) обсушивают;
д) дифференцируют в анилиновом масле с ксилолом. При изготовлении
препаратов для выявления фибрилл этот процесс требует особой
тщательности. Сначала дифференцируют в анилиновом масле с ксилолом (1 : 3).
Бели дифференцировка идет слишком медленно, берут смесь 1 : 2 или 1:1;
наконец, толстые срезы при известных условиях приходится
дифференцировать даже в чистом анплпновом масле. Краситель извлекают под
контролем микроскопа до тех пор, пока не прекратится отдача облачков краски
и пока фибриллы не будут резко выделяться на возможно более бесцветном
фоне. После этого анилиновое масло тщательно отмывают ксилолом.
Бальзам. Ядра предварительно окрашивают квасцовым кармином.
На очень тонких срезах из фиксированного формалином и декаль-
цштрованного материала выявление фибрилл очень хорошо удается
при помощи метода серебрения Билыповского и его модификаций
(см. 1526—1636). В равной мере могут быть с успехом применены и методы,
указанные для окраски коллагеновых волокон. При всех этих методах
очень отчетливо выступают также и шарпеевские волокна.
1660. На декальцинированной кости изоляция пластинок удается при
кипячении в воде. После кипячения пластинки легко отделяются.
ИССЛЕДОВАНИЕ РАЗВИВАЮЩЕЙСЯ И РАСТУЩЕЙ КОСТИ
1651. Для изучения окостенения лучше всего фиксировать трубчатые
кости эмбрионов млекопитающих (например, кроликов) в жидкостях Гелли,
Буэна, в трихлоруксусных смесях и т. п. Декальцинируют в азотной,
сернистой или трихлоруксусной кислоте. Для цитологических исследований
фиксируют маленькие кусочки в жидкости Флемминга. Наряду с
продольными срезами исследуют также и поперечные.
Обзорные препараты окрашивают гемалаун—эозином, азаном и т. п.
Для одновременного дифференциального выявления необизвествленных
и обизвествленных мест обрабатывают по 1631.
Красивый контраст между хрящом и новообразующейся костью дают
окраски, приведенные в 1585 и 1586.
Об окраске растущей кости краппом см. 1601.
1652. Можно также вполне рекомендовать предложенную Шаффером
(1926) двойную окраску гематоксилином—конго красным. Фиксируют
в жидкости Мюллера, в смеси жидкости Мюллера с формалином или
по Гелли. Декальцинируют азотной кислотой. Предварительно
окрашивают гематоксилином Делафильда. Промывают. Докрашивают водным
раствором конго красного (1: 300) и переносят прямо в 95-градусный спирт.
Результат: новообразованная кость кирпично-красная, обизвествленная
бледнокрасная, хрящ и ядра синие.
1653. Корфф (1907) окрашивает срезы молодых костей (и зубов),
фиксированных в жидкостях, содержащих хром (например, в жидкости Ценкера),
смесью: рубина S 2 а, оранжевого G 1 г, глицерина 1см9, дестиллированной
воды до 100 см9. Продолжительность окраски 30 сек. Дифференцировка

392
Глава XXI
в 95-градусном спирте. Результат: остеобласты, костные клетки (и одон-
тобласты) и их отростки оранжевые; фибриллы необизвествленного
основного вещества красные, места, бывшие обизвествленными, оранжевые или
желтые.
1654. Фолькман (1929) окрашивает объекты с окостенениями железным
гематоксилином Гейденгайна (протрава и окраска по 4—6 час), но вместо
железных квасцов дифференцирует 5-процентным водным раствором
фосфорновольфрамовой кислоты, в котором основное вещество хряща и
коллагеновая ткань принимают красную окраску, тогда как ядра остаются
черными. После достаточной дифференцировки (и, однако, еще до достижения
желательной интенсивности) объект переносят не в воду, где нарушается
красная окраска, а прямо в абсолютный спирт, который следует несколько
раз сменить; ксилол; бальзам.
. 7655. Тотальные препараты для исследования развития кости лучше
всего изготовлять по методам, изложенным в 1596—1598.
1656. Для окраски костей на тотальных препаратах П. Майер (1916)
растворяет 1 г буры в 100 см3 35-градусного спирта и прибавляет
3-процентный раствор карминовой кислоты в 90-градусном спирте в таком количестве,
чтобы жидкость стала светлофиолетовой. В этом растворе окрашивают
объекты, фиксированные в формалине и отбеленные перекисью водорода.
1657. По болеестарому методу, предложенному О. Шультце (1896),
эмбрионы фиксируют не менее 8 дней в спирте (кислые смеси следует избегать),
затем помещают в 3—5-процентный едкий калий, где оставляют до тех пор,
пока они не станут прозрачными. У более крупных эмбрионов следует удалить
мозг и внутренности грудной и брюшной полостей. После просветления
препараты переносят для консервации в смесь из 100 см3 дестиллированной
воды, 30 см3 глицерина и 2 еле8 формалина.
ИЗГОТОВЛЕНИЕ И ИЗУЧЕНИЕ ШЛИФОВ КОСТИ
1658. Для изготовления костных шлифов выбирают хорошо мацериро-
ванные полностью обезжиренные кости, так как в них в результате гниения и
высушивания удалено из полостей и замещено воздухом органическое
вещество. Вследствие этого оказываются хорошо видимыми даже мельчайшие
канальцы (первичные трубочки).
Для предварительной обработки берут свежие, невысохшие кости,
удаляют с них мягкие части и оставляют на несколько недель или даже
месяцев гнить в воде, в теплом месте; затем несколько раз энергично
очищают щеткой и сушат на воздухе. Для полного удаления жира кости в течение
нескольких дней экстрагируют бензином или трихлорэтиленом.
После высушивания кости становятся белыми. Из них приготовляют
маленькой пилкой для металла (употребляемой часовщиками) тонкие срезы
(для этого кусок кости лучше всего вставить в тиски). Такие срезы Вейден-
рейх (1923) шлифует на матовой стеклянной пластинке с тонкдм порошком
пемзы. Для грубой шлифовки порошок смешивают с небольшим
количеством воды, а для последующей тонкой шлифовки воды берут больше. При
этом шлиф придерживают широкой ровной корковой пробкой. Достаточно
тонкие шлифы обрабатывают с большим количеством воды на матовом стекле,,
а под конец полируют на хорошем точильном камне.
Наконец шлиф при помощи кисточки хорошенько отмывают
дестиллированной водой от шлифовальной пыли и т. п., обезвоживают абсолютным
спиртом, переносят в бензол и оставляют тонкую костную пластинку
сохнуть на воздухе. Главная трудность шлифовки состоит в том, чтобы не
разломать костную пластинку. Это, конечно, происходит тем легче, чем
тоньше и лучше приготовлен шлиф.

Костная ткань
39Э
1659. Труднее расщеплять немацерпрованные, фиксированные
формалином кусочки кости. После промывки в воде их, как указано выше,
распиливают на тонкие пластинки и шлифуют неприклееннымп. После шлифовки
их хорошо промывают, а затем обрабатывают дальше, как обычные срезы,
на-давая им при этом подсыхать.
1660. В случае материала с очень рыхлым строением часто бывает
целесообразно приклеить костную пластинку к ровному твердому
деревянному иди стеклянному блоку при помощи некоторого количества твердого *
канадского бальзама, который расплавляют нагреванием; при этом следует
избегать пузырьков воздуха. Когда одна сторона будет совершенно гладко
отшлифована, пластинку отклеивают бензолом, снова приклеивают
шлифованной стороной и осторожно шлифуют дальше, пока шлиф не станет
совершенно тонким. Затем отклеивают еще раз и полируют обе поверхности на
мелкозернистом точильном камне (арканзасский) или на матовом стекле,
все время меняя направление шлифовки и время от времени контролируя
готовность шлифа под микроскопом.
Если кусочек кости приклеен недостаточно прочно, что при
употреблении стеклянного блока заметно по блестящим пузырькам воздуха между
шлифом и блоком, то шлиф обыкновенно разламывается как раз перед темг
как начинает становиться годным для наблюдения.
Такие наклеенные шлифы нужно под конец особенно тщательно
обработать бензолом, чтобы растворить канадский 'бальзам, проникший в
костные канальцы.
1661. Весьма рекомендуется приклеенную костную пластинку сперва
тонко обточить грубым и тонким напильником и лишь после этого гладко
отшлифовать. Этим экономится время и труд. Шлифовка идет быстрее (чем
на точильном камне) при использовании электрического горизонтального
шлифовального диска из карборунда с различным зерном. Во время
шлифовки нужно все время капать воду, чтобы предохранить шлиф, который
прижимают корковой пробкой, от слишком сильного нагревания.
1662. Различные фирмы выпускают особые режущие и шлифующие-
аппараты, при помощи которых изготовление шлифов сильно облегчается.
Описание машины, годной и для приготовления сериальных шлифов, можно
найти у Бёдеккера (1922).
1663. Если рассматривать шлиф в воде, то первое время очень отчетливо
видны окрашенные в черный цвет и наполненные воздухом костные тельца
й первичные канальцы. Вода лишь постепенно проникает на место
выходящего воздуха. На этом явлении основано простейшее выявление первичных
канальцев и костных телец посредством заключения шлифов, содержащих
воздух.
1664. Для исследования шлифов кости и зуба может оказаться
полезным применение опак-иллюминатора, тем более что для этого достаточно
отшлифовать и тщательно отполировать только одну сторону исследуемого
объекта. Это имеет значение особенно при наличии очень ломких или
ценных объектов. О технике исследования см. В. Шмидт (1921), для зубов—
Фридеберг (1922).
1665. Особенно большое значение имеет исследование в поляризованном
свете, которое дает возможность делать весьма ценные заключения о
направлении хода пучков фибрилл и систем пластинок (Шаффер, 1922; кроме того,
учебник В. Шмидта, 1924).
1666. Заключение шлифов, содержащих воздух. На предметное стекло
помещают кусоктвердого канадского бальзама и осторожно расплавляют его
над пламенем; образующиеся пузырьки воздуха удаляют разогретой иглой.
Затем на жидкий канадский бальзам кладут предварительно высушенный
на воздухе и побелевший шлиф и быстро накрывают его нагретым покровным:

394
Глава XXI
стеклом. При этом нужно особенно следить за тем, чтобы пространство
между шлифом и покровным стеклом было заполнено канадским бальзамом,
чего можно достичь, надавливая иглой на покровное стекло или
дополнительно нагревая препарат. Канадский бальзам быстро затвердевает, и
воздух оказывается запертым в костных полостях. Эта процедура удается
лишь при быстрой работе. В результате оказываются выявленными полости
костных телец и связанные с ними первичные канальцы.
При помощи высушивания также можно получить на срезах из декаль-
цинированнои кости наполненные воздухом первичные канальцы и костные
тельца (правда, в пределах небольших участков), которые можно тем же
способом заключить па долгое время (Флемминг, 1886).
' 1667. Для приготовления шлифов, лишенных коллагена, Шмидт (1932)
рекомендует кипятить обыкновенные тонкие шлифы кости в течение 3—5 мин.
в глицерине с едким калием (90 мг едкого калия на 3—4 см3 глицерина). При
этом на поверхности шлифа начинается бурное кипение, одновременно он
становится сначала желтоватым, а затем чисто белым. После этого для
удаления глицерица й едкого калия шлиф кипятят в дестиллированной воде;
затем обезвоживают; ксилол; высушивают на воздухе и заключают в бальзам
«о 1666. Пространства, занятые до обработки коллагеповыми волокнами,
заполняются воздухом. Оптические свойства шлифов, лишенных коллагена,
прямо противоположны оптическим свойствам шлифов, содержащих
коллаген.
ч 1668. Очень красивые препараты можно получить, если наполнить
красителем костные тельца и первичные канальцы на мацерированных и
высушенных шлифах или на срезах. Для этой цели Ранвье (1875) помещал шлифы
п спиртовый раствор анилинового красителя п медленно выпаривал его.
Можно посоветовать положить шлиф в маленький кристаллизатор емкостью
около 5 см3, наполненный 20-процентным водным раствором кислотного
■фуксина, и поставить его в эксикатор, соединенный с водоструйным насосом.
Через 24 часа, после того как раствор подсохнет, препараты извлекают
й отложившийся на шлифе осадок красителя отшлифовывают на тонком
карборундовом камне. Затем полируют на тонком точильном камне,
обезвоживают в абсолютном спирте и через ксилол заключают, как обычные
•срезы, в жидкий бальзам.
1669. Для одновременного выявления фибрилл (коричневые), первичных
канальцев и лакун (черные) Шаффер (1926) рекомендует метод Кохоона и Фур-
рера с сулемой и сернистым аммонием. Тонкие срезы, выпиленные из
мацерированных костей, помещают на несколько дней в насыщенный водный
раствор сулемы, сперва в инкубаторе, а затем под воздушным насосом
в вакууме. Далее срезы переносят непосредственно в свежеприготовленный
сернистый аммоний, в котором в течение нескольких дней они должны стать
интенсивно черными. Под конец их по возможности тоньше шлифуют,
высушивают и заключают в разогретый бальзам.
1670. Выявление костных канальцев при помощи коррозии. Тевер (1936)
наполняет костные канальцы хорошо мацерированной кости щш помощи
водоструйного насоса 10—15-процентным раствором целлулоида в ацетоне.
После высушивания среза сперва удаляют жидкостью Эбнера все
известковое вещество, а затем соляной кислотой все костное вещество.
Подробности см. в оригинале. Об обработке костей путем мацерации см. 869.
1671. Если требуется исследовать твердые и мягкие части в их связи
на недекальцинированном препарате, то можно употребить метод
«окаменения» Коха (1878), с большим успехом примененный им для изучения
кораллов. Вейл использовал этот метод для изготовления шлифов зуба с
сохранением мягких частей. Зубы или кости, после того как
соответствующим откалыванием кусочка обеспечен подход к мягким частям, фиксируют

Костная ткань
395
и обрабатывают по общим правилам до топ стадии, на которой возможна
тотальная окрайса включительно. Затем их переносят через абсолютный спирт
и скипидар в смесь канадского бальзама со скипидаром или же через
хлороформ в смесь канадского бальзама с хлороформом. Вследствие постепенного
испарения хлороформа или соответственно скипидара импрегнирующий
зуб канадский бальзам становится твердым как камень (особенно при
высокой температуре). Испарение может продолжаться несколько недель. Рёзе
0892) рекомендует высушивать препараты в термостате при 50°; в таком
случае на испарение требуется около 3—4 месяцев. Под конец выпаривание
можно вести, не опасаясь сжатия, несколько быстрее, только в начале
выпаривания следует применять по возможности невысокую температуру. Затем
все вместе шлифуют по тем же правилам, какие даны для одних только
твердых образований.
1672» О выявлении отдельных веществ, входящих в состав скелетов
равных животных (кератина, сцинтпллина, целлюлозы, туницина, спонгио-
лина, хитшта. конхполина, корнеина), см. П. Шультце и Кунике (1923).
Подробное изложение методов исследования костей и зубов см. у Шаф-
фера (1926). Данные об исследовании костной ткани у рыб—у Третьякова
и Хинкуса (1927).

Глава XXII
ТКАНИ ЗУБА
1673. Зубы, так же как и,кость, исследуют на декальцинированных
срезах или на не декальцинированных шлифах. Для изготовления препаратов
применимы поэтому те же правила, которые даны в предыдущей главе,
и в случае исследования зубов часто оказывается полезным изготовлять
шлифы не из мацерированного, высушенного материала, а из влажного,
фиксированного формалином.
При изготовлении срезов для более тонких исследований важно
обращать внимание на свежесть фиксированного материала. Зубы от секционных
трупов, зафиксированные лишь через 1—2 дня после смерти, для этого
не годятся. Из животных в качестве объекта исследования особенно
рекомендуется собака. Для приготовления замороженных срезов фиксируют в
формалине 1 : 4 по возможности со вскрытой пульпарной полостью.
(Подтачивают зуб с одной стороны до просвечивания пульпарной полости или же
пробуравливают со стороны коронки.) Для более тонких исследований
рекомендуется сулемовая смесь Штиве (см. 333), которая проникает очень
хорошо. Совершеннее всего осуществляется фиксация при инъекции через
общую сонную артерию.
1674. Если требуется обнаружить что-либо из скудного органического
основного вещества эмали, то декальцинацию зуба следует производить
только после заливки в целлоидин. Дентин и цемент достаточно хорошо
сохраняются и при декальцинации незалитых кусочков.
По Бэркету, заливают недекальцинированный зуб обычным способом
в 8-процентный целлоидин, уплотняют в хлороформе, срезают целлоидин,
оставляя лишь тонкий слой, и помещают на 24 часа в безводный изопропило-
вый спирт, в котором целлоидин не растворяется; затем проводят через
95-градусный изопропиловый спирт и 80- и 60-градусные этиловые спирты
и помещают на 24 часа в обычную воду. Лишь после этого блок подвешивают
в 7,5-процентной азотной кислоте. Ход декальцинации испытывают по 1608.
Декальцинированные блоки поступают на 24 часа в 5-процецтный раствор
сернокислого натрия и на такой же срок—в проточную воду. После этого их
обратно проводят через 60—80-градусный этиловый спирт в 95-и
100-градусный изопропиловый спирт. Обезвоженные блоки помещают в маленькие
чашечки с 6-процентным целлоидином для заполнения пустот, образовавшихся
в растворившейся эмали. Далее уплотнение в хлороформе, как обычно. Для
заливки в парафин блоки помещают на 24. часа в четырехкратно сменяемый
бензол, в котором держат до тех пор, пока они не станут прозрачными; затем
на 24 часа помещают в парафин при 40—42°. После этого блоки
перекладывают в такой же парафин с прибавлением лаврового воска (см. 429). Залитые
блоки хранят в холодильнике.
1675. Для сохранения тонких структур в остатке эмали Бэркет декаль-
цинирует целлоидиновый блок в 7-процентной уксусной кислоте. Для
декальцинации зуба рекомендуется еще муравьиная кислота (см. 1621).

Ткани зуба
397
7676. Распил зуба для изготовления шлифов лучше производить
электрической стальной циркулярной пилой. Ручной пилой это делать очень
утомительно.
1677. Исследование эмали. Исследование эмалевых призм лучше всего
проводить на продольных и поперечных шлифах. Линии Ретциуса выступают
особенно четко на препаратах из хорошо высушенных зубов.
Для изоляции эмалевых призм зуб помещают в 5—10-процентную соля-
лую кислоту. Когда эмаль сделается мягкой, берут кусочек ее и расщепляют
иглами; заключают в физиологический раствор поваренной соли.
1678. Для выявления полос Шрегера продольный шлиф помещают на
несколько секупд в 5-процентную азотную кислоту, обтирают
фильтровальной бумагой и основательно промывают водой (Эбнер).
1679. Склеивающее вещество эмали становится видимым, если на шлиф
подействовать разбавленной соляной кислотой, так как она растворяет
эмалевые призмы быстрее. Пикриновая кислота также действует раство-
ряюще. Для окраски тонких шлифов поступают по 1669.
1680. Для выявления органического вещества Готтлиб (1915)
окрашивает тонкие шлифы насыщенным раствором сульфоализариновокислого
натрия» к которому до этого прибавляет для нейтрализации разведенного NaOH
до тех пор, пока фиолетовый оттенок раствора не будет сохраняться при
встряхивании. Шлифы помещают на несколько часов в раствор, несколько раз
доводят его до кипения, а затем гладко полируют поверхность шлифа на
арканзасском камне в 95-процентном спирте. Наконец, через абсолютный
спирт и ксилол заключают в бальзам.
1681. На молодых зубах, декальцинированных по 1674, склеивающее
вещество особенно красиво окрашивается конго красным (Шаффер). В
жидкостях, содержащих хром, эмаль молодых зубов окрашивается в коричневый
цвет, в осмиевой кислоте—в черный.
1682. Дентин. Для выявления на шлифе дентинных канальцев
поступают по 1666—1669. Декальцинированные срезы окрашивают разбавленным
раствором гематоксилина Делафильда с эозином или по Шморлю (см. 1643—
1644). При первом методе на поперечных срезах очень отчетливо выступают
в виде темносиних колец нейманновские влагалища (особенно после фиксации
формалином и последующей обработки в жидкости Мюллера). Весьма
рекомендуется для этого также окраска азаном. Связь одонтобластов
с дентином лучше всего сохраняется при декальцинации в муравьиной
кислоте (см. 1621).
1683. Фибриллярное основное вещество дентина (и цемента) очень хорошо
выявляется на замороженных срезах декальцинированных зубов после
обработки по Билыповскому. Превосходные результаты давала мне окраска
азаном на материале, фиксированном (при помощи промывания) в «суза»
и декальцинированном в азотной кислоте. Метод годится как для окраски
фибрилл, так и для выявления одонтоб ластов.
1684. Вейденрейх (1925, 1926) рекомендует окраску в анилиновой воде
с генциановым фиолетовым (см. 1649) после фиксации в жидкости Ценкера
с формалином (100 : 10 по Максимову) с последующей декальцинацией в
5-процентной азотной кислоте. Фиксация в формалине не годится. Кроме того,
он применяет окраску по Маллори, которую модифицирует таким образом,
что опускает предварительную окраску кислотным фуксином, а во втором
красящем растворе заменяет оранжевый кислотным фуксином (анилинового
синего 0,5 а, кислотного фуксина 0,5 г, щавелевой кислоты 2,0 г,
дестиллированной воды 100 см3). При такой окраске получается интенсивный контраст
между красным и^ синим.
1685. Цемент исследуют на срезах и шлифах по прописям, указанным
для костей.

398
Г л ß: в а XXII
1686. Пульпа сохраняется лучше всего в тех случаях, когда фиксация
производится путем промывания. Если такая фиксация невозможна, то
свежеизвлеченный зуб раскалывают, важав в тиски, затем фиксируют форма-
линой или жидкостью Ценкера, а после фиксации изолируют тяж пульпы из
обломков зуба. Заливают в целлоидин или парафин. Окраска гемалаун—
эозином, азаном и т. п. Наиболее развитые одонтобласты встречаются,
естественно, в молодых зубах.
1687. В форме одонтобластов лучше всего ориентироваться на
расщепленных препаратах. Для приготовления таких препаратов
свежеизолированную пульпу помещают на 8 дней в жидкость Мюллера. Маленькие кусочки
пульпы мелко расщепляют в воде. На приготовленных таким образом
препаратах часто можно наблюдать довольно длинные отростки одонтобластов..
1688. Для изучения различных стадий развития зуба нижнюю челюсть
эмбрионов овцы или свиньи-фиксируют в «су sä»* в жидкости Буэна или
Ценкера. После фиксации в «суза» или в жидкости Буэна декальцинируют три-
хлоруксусной кислотой, можно декальцинировать и азотной или сернистой
кислотой. Заливают в целлоидин,
. 1689. Для выявления нервов следует испробовать модификацию
импрегнации серебром Кахаля, предложенную де Кастро (1926) для таких случаев,
когда нервы окружены костной тканью.
Мет о.д ика.
а. Фиксируют в одной из следующих жидкостей: 1) хлоралгидрата 2,5 г,
дестиллированной воды 50 см3, абсолютного спирта 50 см3, азотной
кислоты 3,4 см3\ 2) этил-урётана 1—2 г, дестиллированной воды 40 еле3, азотной
кислоты 3,4 см3, абсолютного спирта 60 см3; 3) сомнифена (20-процентного)
2—4 см3, абсолютного спирта 60 см3, дестиллированной воды 40 см3, азотной
кислоты 3,4 см3. Продолжительность действия, в зависимости от величины
объекта, 1—3 дня, до полной декальцинации. Слишком большие куски
разрезают через 12—24 часа на кусочки толщиной 4—Ь,мм\ ненужные части
отделяют. Жидкость сменяют 2—3 раза, :
б. Промывают в воде 24—36 час
в. Помещают в 50 см3 96-градусного спирта, к которому прибавляют 4—
5 капель аммиака (достаточно для 3—4 кусочков с длиной стороны 5 мм).
. з. 10—30 мин. промывают, в дестиллированной воде, затем импрегнируют
в 1,5—2-процентном растворе азотнокислого серебра при 37—40° 5—7 дней,
пока кусочки не станут коричневыми или серыми.
д. Быстро споласкивают дестиллированной водой и восстанавливают
в смеси: химически чистой пирогалловой кислоты 1 г, формалина 10 см3,
дестиллированной воды 90 см3, 24 часа.
. е. Промывают в воде; спиртовый ряд; заливка в целлоидин или парафин.
Возможно последующее золочение срезов по Билыповскому.
Дальнейшее о выявлении нервов см. гл. XXIV.
Подробности к гл. XXII главным образом у Шаффера (1926) и Эбнера
(1908). Об исследовании в поляризованном свете см. В. Шмидт (1924).

Глава XXIII
МЫШЕЧНАЯ ТКАНЬ
ПОПЕРЕЧНОПОЛОСАТАЯ МУСКУЛАТУРА
1690. Для приготовления свежего препарата расщепляют маленький
только что извлеченный кусочек скелетной мышцы, быстро накладывают
покровное стекло и окантовывают. Лучше всего обойтись тканевой
жидкостью; иногда прибавляют каплю какой-нибудь жидкости тела или так
называемой индифферентной жидкости для наблюдения. Очень хорошие
изолированные препараты, особенно картины поперечного разреза, получаются в том
случае, если кусочек скелетной мышцы положить на предметное стекло,
удерживать один конец пинцетом, а от другого острой бритвой отсекатх, маленькие
кусочки. На таких препаратах очень отчетливо видна открытая Е. Брюкке
в 1857 г. поперечная исчерченность мышечных волокон. Наблюдают со
средней иди сильной сухой системой и суженной диафрагмой. При длительном
лежании з физиологическом растворе поваренной соли (от 1 до нескольких
часов) выявление поперечной исчерченности становится все труднее. Для
консервации расщепленные препараты можно подвергнуть 5-минутному
действию паров осмиевой кислоты. Мышечные волокна при этом становятся
слегка коричневыми, отчего. структуры выступают еще лучше.
1691. Мирфибриллы легче всего изолировать, расщепляя в
0,5-процентном NaCl свежие крыловые мышцы мясной мухи, слепня, осы, кузнечика
и т. п. (Эбнср, 1918).
1692. При расщеплении мышечных волокон, богатых саркоплазмой,
особенно при изготовлении препаратов сердечной мышцы и мышц насекомые
кроме отдельных сильно преломляющих жировых капелек, видны
многочисленные более слабо преломляющие тельца диаметром около 0,5 р., так
называемые саркосомы. На препаратах более старых сердечных мышц находятся,
кроме того; еще коричневатые пигментные зернышки.
По Пишингеру и Бёрнеру (1929), а также Пишингеру (1931), саркосомы
являются искусственным продуктом. На живых необработанных мышцах они
нормально отсутствуют. Зернышки образуются вследствие чрезвычайно
большой чувствительности нативных мышечных веществ путем каплевидного отме-
шивания, когда на мышцу действуют различными растворами, например
Рингера или физиологическим раствором поваренной соли. Влияют и
наиболее употребительные фиксаторы. Давление также может вызвать появление
саркосом.
Для окраски саркосом, появляющихся после фиксации
спирт—формалином или сулемой, Эбнер (1920) особенно рекомендует молибденовый
гематоксилин Гель да (см. 1875).
1693. Ядра мышечных волокон отчетливо выступают на свежерасщеплен-
ных препаратах цри прибавлении разбавленной уксусной кислоты (1—5%).
Поперечная исчерченность мышечных волокон при этом обычно делается
менее отчетливой; наоборот, продольная волокнистость становится лучше
видимой.

400 Глава XXIII
~ Об отношении мышечных волокон и их фибрилл к различным реактивам
см. А. Мейер (1921), Цейгер и Шрейбер (1927), Вёрнер и Пишингер (1927,
1928), Вёрнер (1929).
1694. Сарколемма отчетливее всего видна на свежерасщепленных
препаратах в местах искусственных разрывов мышечных волокон. На сваренных
волокнах она легко заметна в виде складчатой пленочки. По данным Золь-
гера, при прибавлении насыщенного на холоду водного раствора углекислого
аммония сарколемма отделяется от мышечного волокна, образуя более или
менее значительные вздутия.
1695. Для суправитальной окраски свежей мышечной ткани Р. Краузе
наносит на свежеизмельченный мышечный препарат 1—2 капли
0,1-процентного раствора крезилового прочного фиолетового RB на дестиллированной
воде (предварительно профильтровать! см. 1690). Через несколько минут,
когда мышечные волокна станут макроскопически красноватыми,
накладывают покровное стекло и окантовывают. Результат: ядра метахромати-
чески красные, интеротициальные зернышки темносиние, саркоплазма свет-
лофиолетовая, соединительная ткань не окрашена.
1696. Для получения мацерированных препаратов поперечнополосатых
мышечных волокон ^помещают маленькие кусочки в сернистую кислоту
(насыщенный водный раствор, содержащий 5% кислоты). Зандман (1885)
оставляет их в хорошо закрытой склянке на 1—8 дней, затем хорошо промывает
дестиллированной водой и 3—4 раза кипятит в дестиллированной воде;
в промежутке между кипячениями остужает. После такой обработки волокна
легко изолируются при встряхивании. Для золочения взвесь волокон
переливают в центрифужный стаканчик с разбавленным раствором хлорного золота
(1—3 капли 1-процентного раствора хлорного золота на 10 см3
дестиллированной воды), взбалтывают и выставляют на сильный дневной свет. Через
несколько минут, когда волокна сделаются желтоватыми, их основательно
промывают дестиллированной водой (лучше всего с помощью центрифуги)
и после прибавления одной капли ледяной уксусной кислоты нагревают до
перехода желтоватого тона в пурпурно-фиолетовый. Помещают в глицерин,
разбавленный наполовину водой, или же проводят через спиртовый ряд
и ксилол в бальзам.
1697. Добавление спирта, сильно разведенных растворов хромовой
кислоты или хромовокислых солей (ниже 0,1%) благоприятствует
фибриллярному распаду мышечных волокон при расщеплении. После 1—2-недельного ле-
жания в 5-процентной трихлоруксусной кислоте мышечные волокна можно
изолировать путем встряхивания в 96-градусном спирте.
1698. Для изоляции волокон Петерфи помещает маленькие кусочки мышц
на 2—4 недели в 2,5-процентный салициловокислый спирт, затем
промывает 24 часа в водопроводной воде, кипятит 1—2 часа в воде, переносит
в 10-градусный спирт, проводит через спирты возрастающей крепости в
ксилол, где и производится изоляция.
1699. Распад поперечнополосатого мышечного волокна на баумановские
диски (поперечные или диски 0 можно лучше всего показать на мышцах
некоторых жуков (например, водолюба). Для этого живых жуков помещают
в 93-градусный спирт и через 24—48 час. исследуют расщепленный
кусочек мышц в разведенном глицерине (Роллет, 1885).
1700. Если мышцы млекопитающих, после того как пройдет максимум
трупного окоченения, обработать 0,1-процентной соляной кислотой (или
0,5—1-процентной уксусной кислотой), то часто происходит распад волокон
на диски, соответствующие дискам Z; диски Q при этом сильно набухают
и растворяются (Краузе).
У волокон сердечных мышц такого распада не наступает (Эбнер,
1920).

Мышечная ткань
401
1701. Для золочения свежие кусочки мышц помещают на 20—25 мин.
в 0,5-процентный раствор хлорного золота и восстанавливают затем в
течение 8—12 час. в 1-процеитной муравьиной кислоте (Ретциус, Роллет). Этим
способом окрашиваются в красный или фиолетовый цвет продольные полосы,
которые часто соответствуют, особенно если они имеют вид четок,
саркоплазме и саркосомам, тогда как набухшие фибриллы остаются бесцветными.
В других случаях окрашиваются фибриллы; это случается преимущественно
при использовании кусков мертвых мышц, предварительно обработанных
в течение нескольких дней или недель спиртом. Отличить позитивную (сарко-
плазматическую) и негативную (фибриллярную) окраску удается только
с трудом (Эбнер, 1920).
1702. Взаимное расположение мутных и светлых мышечных волокон
исследуют, по Шафферу, на мышцах, высушенных в слегка натянутом
состоянии; из них бритвой нарезают поперечные срезы, которые помещают для
набухания в 0,75-процентный раствор поваренной соли.
1703. У человека наружные глазные мышцы, грудобрюшная преграда,
жевательная мышца содержат главным образом так называемые мутные
волокна. Двуглавая и височная мышцы, а также прямая мышца живота
состоят преимущественно из светлых волокон. У животных некоторые мышцы
целиком состоят из одного или другого вида волокон. Особенно богаты
саркоплазмой (по сравнению с количеством миофибрилл) грудные мышцы
летучих мышей, а также мышцы, двигающие спинной плавник морского конька.
Как следует из исследований Пишингера, различный вид мутных и
светлых мышечных волокон зависит от различцй в способности саркоплазмы
к отмешиванию. Мутные мышечные волокна, следовательно, обязаны своим
видом тому обстоятельству, что саркоплазма этих мышц способна очень легко
отмешиваться; поэтому при прибавлении жидкости для наблюдения в них
появляются многочисленные саркосомы.
1704. Фиксация. При препаровке мышц следует тщательно избегать
какого-либо сдавливания ткани. Гейденгайн (1918) советует помещать мышцы
в фиксатор не сразу после смерти, так как в этом случае очень легко
возникают артефакты (разрывы и т. д.). Поэтому он обертывает свежевзятый кусок
мышцы в полоску марли, слегка смоченную физиологическим раствором
поваренной соли, и оставляет на несколько часов лежать в закрытой чашке.
Нужно избегать сильного смачивания, так как оно легко приводит к
набуханию. Затем кусочки мышц натягивают в естественном положении при помощи
ежовых игл на пробку и фиксируют в 5-процентной трихлоруксусной
кислоте. Через 24 часа кусочки переносят в 97-градусный спирт, который
следует часто сменять.
Хорошие результаты дают также трихлоруксусные смеси, приведенные
в 344—346, а также спирт—формалин. По Р. Краузе (1926), структура
поперечнополосатых мышечных волокон лучше всего сохраняется 10-процентным
формалином или 1-процентной хлористой платиной (в последнем случае берут
мельчайшие кусочки). Фиксация в жидкостях, содержащих хромовые соли
пли ппкрпновую кислоту, вызывает набухание саркоплазмы.
1705. Для исследования скелетных мышц в сокращенном состоянии
Гюртле (1931) переносит их сразу после извлечения в раствор твердой
углекислоты в эфпре (температура около —70°). Чтобы получить картину
расслабленного состояния, мышцу сперва оставляют на час лежать на воздухе,
вследствие чего она теряет свою возбудимость по отношению к раздражению
холодом. После этого ее высушивают в замороженном состоянии в вакууме.
Для приготовления препарата отщепляют отдельные волокна и исследуют
в глицерине и т. п. Гюртле применял также заливку в парафин, но при этом
препараты нередко плохо резалпсь. Технику исследования, вероятно,
можно улучшить, если применить способ, указанный в 351.
26 б. Гомейс

402
Глава XXIII
1706. Окраска. Для обзорных картин достаточна простая окраска
гемалаун—эозином. Поперечная исчерченность выступает лучше при 24-часовой
окраске в сильно разведенном гематоксилине Делафильда (без докраски
эозином). Очень отчетливую окраску дает железный гематоксилин,
ванадиевый гематоксилин (см. 688), а также методы серебрения (см. 1525).
1707. Интенсивная, чистая синяя окраска мышечных волокон достигается
с помощью галламинового синего (Бехер). Около 0,1 а красителя,
получаемого в виде теста, растворяют при кипячении в дестиллированной воде,
охлаждают и фильтруют. Если красить недолго, то окраска ограничивается
почти одними мышечными волокнами. Мускулатура очень хорошо выделяется
и при окраске кислотным ализариновым синим (см. 748); при дифферен-
цировке фосфорновольфрамовой кислотой она красная,
фосфорномолибденовой кислотой—синяя.
1708. По данным Фига, миофибриллы очень резко окрашиваются
медным квасцовым кармином. Для окраски этим методом растворяют 6 г
чистых медных квасцов в 100 см8 горячей дестиллированной воды,
прибавляют 0,5 г кармина и 15 мин. кипятят. После охлаждения фильтруют.
Окрашивают; црогрессивио 1—12 час и промывают 30 мин. в многократно
сменяемой дестиллированной воде. Заключают, как обычно, в бальзам.
1709. Геиденгапн (1903b) окрашивает срезы после фиксации в
трихлоруксусной кислоте (см. 343) 0,5—1-процентным раствором тиазинового красного
до тех пор, пока они не окрасятся интенсивно, но еще сохранят прозрачность.
После этого в течение 1—12 час. их окрашивает в 1-процентном
водном'растворе основного красителя, например тионина или метиленового синего. Затем
дифференцирует этиловым спиртом или метиловым, если краска извлекается
недостаточно энергично. Этим способом получается резкая окраска дисков Z,
М9 1 и А; диск Q остается неокрашенным. Очень красиво окрашиваются
вставочные пластинки сердечной мышцы (М. Гейденгайн, 1900, 1903b).
1710. Окраска железным гематоксилином—тиазиновым красным по
М. Гейденгайну (Петерфи, 1913). Сперва обычная окраска железным
гематоксилином по 672. Затем докраска 0,5-процентным водным раствором
тиазинового красного, ополаскивание дестиллированной водой, 96-градусный и
абсолютный спирты, ксилол. Миофибриллы темносиние, соединительная
ткань и сарколемма интенсивно красные, диски Q и хроматин черные.
1711. Для выявления поперечнополосатых мышечных волокон весьма
пригодны также окраска азаном, трехцветная окраска Массона, окраска
Пачини и модификации этих методов и, кроме того, методика Валлярта и Уэтта,
изложенная в 712. Отдельные разрозненные мышечные волокна особенно
хорошо выделяются методом Гольднера (см. 1498).
1712. Для золочения срезов фиксировайного материала их, как в 1701,
помещают сначала на 20—30 мин. в. 0,5-процентный раствор хлорного
золота, а затем в 1-процентный раствор муравьиной кислоты. Если окраска
недостаточно интенсивна, то, по Маркусу (1921), для ее усиления препарат после
муравьиной кислоты сперва погружают в крепкий спирт; после этого
золочение можно "повторять до тех пор, пока окраска не сделается достаточно
интенсивной.
1713. Выявление мышечных веретен гематоксилином по Зилер—-Гаду:
а) мышечные пучки толщиной с гусиное перо помещают на 18 час в смесь
из 1 части уксусной кислоты, 1 части глицерина и 6 частей 1-процентного
раствора хлоралгидрата; б) переносят в чистый глицерин и расщепляют;
-в) окрашивают в смеси'из 1 части гематоксилина Эрлиха, 1 части глицерина
и 6 частей 1-процентного раствора хлоралгидрата в течение 3—10 дней, а
иногда даже несколько недель; г) дифференцируют в уксуснокислом глицерине до
тех пор, пока не^ останутся окрашенными лишь нервы и их окончания на
мышцах; д) помещают в чистый глицерин.

Мышечная ткань
403
Выявление нервной части мышечного веретена удается еще лучше при
помощи прижизненной окраски метиленовым синим (Впвелин, 1932) или при
импрегнации серебром по Билыповскому.
1714. Волокнистые структуры сарколеммы выявляются лучше всего
методом серебрения по Гёмёри (см.. 1533) или по Лягессу (см. 1537). Наряду
с частью, состоящей из тончайших аргирофильных волокон, удается
различить еще гиалиновую бесструктурную мембрану, которую можно подкраситьг
например, нигрозином. См. также Пленка (1927).
1715. Для одновременного дифференциального выявления миофибрилл*
(желтые), аргирофильных (черные) и коллагеновых волокон (красные) Шише
(1935) использует следующий разработанный Шеффером метод: а) фиксируют
в спирт—формалине; б) импрегнируют решетчатые волокна по 1548 (с
некоторым изменением); в) срезы помещают на 10—15 мин. в 5-процентный расу
твор таннина на 95-градусном спирте при 55°; г) быстро промывают спиртом;
д) быстро промывают в воде; е) срезы проводят через 3 чашки с аммиачным
серебром, промывают в воде и восстанавливают в формалине, как в 1548;
промывка; ж) осторожно дифференцируют серебро в 0,02-процентном водно»*
растворе пикриновой кислоты; з) хорошо промывают в воде; и) замещают
серебро платиной, помещая в-1-процентный уксуснокислый водный раствор
хлористой пластины; промывка; к) дополнительная окраска в смеси из>
9 частей насыщенного водного раствора пикриновой кислоты и 1 части
5-процентпого кислотного фуксина; промывка в воде, к которой
прибавлено несколько капель красящей смеси; л) срезы извлекают, переносят н
спирт и т. д.
Наибольшая трудность этой окраски состоит в импрегнации решетчатых
волокон и в дифференцировке и. приготовлении смеси кислотного фуксина
с пикриновой кислотой, которая варьирует в зависимости от препарата иг
вида животного. Если срезы после дифференцировки оставить лежать на
3 недели в воде, то можно не переносить их в платину. Серебро при этом
изменяется так, что больше не повреждается пикриновой кислотой.
1716. Для установления перехода миофибрилл в эластические волокна
Логинов (1913) предварительно окрашивает прямую язычную перепонку
лягушки хромовый гематоксилином, затем докрашивает в течение 3—6 час.
в орсеипе (орсеина 0,5 г, 70-градусного спирта 70 см3), дифференцирует
азотнокислым спиртом и заключает в бальзам. Результат: мышечные
в^докна фиолетовые, эластические волокна коричневые.
1717. Для изучения взаимоотношений между мышцей и сухожилием
можно с успехом использовать методы, приведенные в 1715.
Литературу по вопросу о переходе мышцы в сухожилие см. О. Шультце*
(1911), Петерфи (1913), В. Шмидт (1927), Клара (1931), Шюле (1935).
1718. Приготовление свежих расщепленных препаратов из сердечной
мышцы значительно труднее, чем из скелетных мышц, так как сеть волоков
при расщеплении постоянно сокращается и лишь с трудом может быть
растянута в тонкий слой. По Эбнеру (1920), волокна сердечной мышцы нв'
имеют сарколеммы. В остальном изучение сердечной мышцы производится
так же, как и скелетной.
1719. Мышечные клетки волокон Пуркинье (проводящая система)
выявляют тотально следующим образом: кусочки с эндокардием толщиной 0,5 цм
помещают на 24 часа в небольшое количество спирта- в треть по Ранвье*
5-процентный раствор монохромата аммония .в воде также дает
хороший результат (Ранвье, 1889). После этого эндокардий легко сдирается.
Волокна Пуркинье, ставшие теперь видимыми, отделяют, а клетки
изолируют иглами. Затем их можно докрасить пикрокармином и заключить в
глицерин. Очень хорошие картины дает сердце овцы, козы и лошади, но
не человека.
26*

:Ш Глава XXIII
1720. Для окраски волокон Пуркинье на срезах, вместо окраски по Ван-
Гизону, применяют пикриновую кислоту—тиазиновый красный (см. 710).
Очень красивые и стойкие препараты дает также окраска по Пачини (см. 1499).
*•
ГЛАДКАЯ МУСКУЛАТУРА
1721. Для наблюдения на свежих препаратах гладких мышечных клеток
особенно удобен мочевой пузырь лягушки или брыжжейка задней кишки
саламандры.
По Беннинггаффу (1926), разветвленные гладкие мышечные клетки можно
исследовать на пленочных препаратах; для получения таких препаратов
сдирают кусочки фиксированного эндокардия и окрашивают по Штиве
молибденовым гематоксилином (см. 1513). Г*
• 1722. Для изоляции гладких мышечных клеток мочевой пузырь лягушки
наполняют спиртом в треть, а затем помещают его в такой же спирт. Через
24 часа пузырь разрезают, кисточкой удаляют эпителий и окрашивают
гематоксилином Делафильда или конго красным (М. Гейденгайн).
1723. Очень хорошо удается изоляция длинных, вытянутых гладких
мышечных клеток салициловой кислотой по методу Фрорипа (1878),
предложенному для скелетной мускулатуры. Куски кишечника кошки фиксируют
в 80—90-градусном спирте с прибавлением 2,5% салициловой кислоты. Через
несколько дней их кипятят 1—2 часа в 0,25-процентном водном растворе
салициловой кислоты, остужают и оставляют на несколько недель лежать вг этом
растворе. Затем объекты переносят в 10-градусный спирт, в котором их можно
сохранять годами. Маленькие кусочки мышечной оболочки удается получить
без особого труда путем встряхивания в воде или 50-градусном спирте.
Изолированные клетки основательно промывают с помощью центрифуги
дестиллированной водой и окрашивают конгокоринфом G (М. Гейденгайн).
- • 1724. Очень быстро происходит изолирование в едком калии.
Маленькие кусочки помещают в 33-процентный едкий калий (уд. вес 1,33);
через 1—1,5 часа, не сменяя жидкости, их разделяют двумя
препаровальными иглами на мелкие фрагменты. При удачной мацерации эти фрагменты
распадаются на отдельные веретенообразные клетки уже от одного
давления наложенного на них покровного стекла.
1725. Так же изолируют разветвленные поперечнополосатые мышечные
клетки из языка лягушки. Таким же путем можно мацерировать и спиртовые
препараты (Молешотт, 1859 и 1863). Если требуется прервать мацерацию, то
к едкому калию прибавляют немного 60-процентного уксуснокислого калия;
если желают окрасить, то промывают раствором квасцов.
1726. Леви изолирует клетки в течение нескольких часов в
1—2-процентном растворе фтористого натрия, который вообще должен растворять
«склеивающие вещества». Окрашиваемость изолированных элементов плохая.
1727. На мелких сосудах, например в брыжжейке мелких животных, при
серебрении прекрасно выявляются клеточные границы между гладкими
мышечными волокнами. Техника серебрения, как в 1280.
1728. Для исследования на срезах лучше всего использовать мышечные
клетки матки беременной самки. Особенно красивые препараты получаются
на плоскостных срезах, параллельных поверхности матки (Штиве, 1929).
Весьма подходит также мускулатура кишечника кошки, особенно при
фиксации по 212 при помощи инъекции через сердце (каформацетом, см. 238). На
подобных препаратах очень хорошо видны миофибриллы и их узлы
сокращения (например, окраска азаном или по Пачини). Тонкая межмышечная
сюединйтельнотканная сеть прекрасно выступает также при окраске
азаном, или по Пачини—Вальтеру (см. также Шаффер, 1899). Еще резче она
выявляется методами серебрения Гёмёри (см. 1533), Лягесса (см. 1537) или

Мышечная ткань
405
Рио-Хортега (см. 1648). Фиксация формалином или спирт—формалином
по Штиве.
1729. Для дифференциального выявления гладкой мускулатуры и
соединительной ткани прекрасные результаты дает метод Гольднера (см. 1498),
особенно после фиксации в жидкости Буэна. При этом способе исключительно
яспо выступают даже мельчайшие мышечные тяжи. Если требуется
одновременно выявить эластическую ткань, то поступают jio 1564. Очень отчетливо
выделяются мышечные клетки и при окраске галламиновым синим (см. 1707)
или кислотным ализариновым синим (см. 748 и 1730). Вместо столь
употребительной окраски по Ван-Гизону лучше окрашивать пикриновой
кислотой—тиазиновым красным по 710. . .
1730. Очень ясно выступает окрашенная в синий цвет гладкая мышечная
ткань при окраске по методу, предложенному Нейбертом (1940): .а)
окрашивают 5—30 мин. в растворе кислотного ализаринового "синего С сернокислым;
алюминием (см. 748), который, в зависимости от толщины препарата, то
больше, то меньше разбавляют дестиллированной водой; б) дифференцируют,
и протравляют в 5-процентной фосфорновольфрамовой кислоте; в) споласки-.-
вают в дестиллированной воде; г) помещают в водный раствор
уксуснокислой меди, в зависимости от концентрации солевого раствора и толщины,
объекта, на 5—30 мин.; д) промывают в обычной воде, 5—15мин.; е) спирт;,
ксилол; бальзам. ^
1731. Гладкая мышечная ткань благодаря высокому содержанию кали#-
интенсивно окрашивается раствором сиена-оранж, предложенным Карере-
Комесом для обнаружения калия. Для окраски по этому методу: а)
фиксируют нейтральным формалином; освобождают срезы от парафина; проводят
через ряд спиртов в дестиллированную воду; б) обрабатывают раствором
сиена-оранж, 2мин.; в) помещают в 10-процентный раствор
концентрированной соляной кислоты (уд. вес 1,19), 3 мин.; г) промывают в дважды сменяемой-
дестиллированной воде, 10 мин.; д) препараты дифференцируют,
контролируя под микроскопом 5—15 мин. в смеси ацетона с дестиллированной водой
(1 : 1); е) промывают в дестиллированной воде (дважды сменяемой), 10 мин.;
ж) докрашивают в 0,01-процентном водном растворе анилинового сийего
(свежеприготовленный из 1-процентного основного раствора) до тех пор, пока
интенсивно окрашенные в оранжево-желтый цвет мышечные волокна не
начнут отчетливо выделяться от сине-зеленоватой соединительной ткани,
10—15 мин.; з) споласкивают дестиллированной водой; обсушивают;
фильтровальной бумагой; спирт (быстро); ксилол; бальзам.
1732. О различиях в форме и величине гладких мышечных клеток в
сокращенных органах и о различном расположении сократительных элементов
в этих состояниях см. у А. Мюллера (1907). При перегруппировке элементов
играет активную роль межмышечная соединительная ткань.
1733. При'фиксации свежевзятых жйвых^органов обычно наступает под
действием фиксирующей жидкости максимальное сокращение гладкой
мускулатуры, которое может привести к сильным разрывам окружающей ткани.
Эту реакцию на фиксацию можно в значительной степени исключить или
ослабить, промывая объект экстрактом кава-кава или помещая в него. Таким
образом удается зафиксировать гладкую мускулатуру в несокращенном
состоянии (Вольф-Гейдеггер, 1939). Подробности см. 2065.

Глава XXIV
НЕРВНАЯ ТКАНЬ
ЦЕНТРАЛЬНАЯ НЕРВНАЯ СИСТЕМА
Общие замечания
1734. При извлечении головного и спинного мозга прежде всего удаляют
(возможно полнее) лежащие над ними слои кожи и мышц. Затем костными
щипцами вскрывают спинно-мозговой канал. Черепную полость мелких животных,
например рыб, лягушек и т. п., вскрывают скальпелем, у молодых морских
свинок или кроликов—ножницами. Для больших животных требуются цила
(и костные щипцы. После обнажения головного или соответственно спинного
мозга нужно еще перерезать нервы основания мозга. Кусочки кладут в
.фиксирующую жидкость на стеклянную или обычную вату или же подвешивают
на нитке. Головной и спинной мозг крупных млекопитающих добывают на
-бойне. Объект должен поступать в фиксирующую жидкость в возможно более
свежем состоянии. Через несколько часов после смерти можно получить,
большей частью, лишь ориентировочную картину. В качестве фиксирующей
жидкости для нервной системы употребляют главным образом спирт,
формалин, бихромат калия и жидкость Мюллера.
Формалин для фиксации центральной нервной системы чаще всего берут
в разведении 1 : 9 (в литературе обычно обозначается как 10-процентный
формалин, об этом см. также 263).
По Вейлю (1930), при фиксации формалином происходит гидролиз фос-
фатидов (см. также 253), длящийся месяцами. Метахроматические шарики,
часто появляющиеся на препаратах, фиксированных формалином и затем
обработанных спиртом, представляют собой, по Вейлю, галактолипоиды.
Их можно удалить, помещая срезы в горячую воду.
1735. Если фиксация может быть произведена только.через 24—48 час.
после смерти, что обычно имеет мбсто при работе.с человеческим материалом,
то для получения сносной сохранности ткани поступают следующим образом.
Не очень тонкой канюлей с пробойником прокалывают через носовую полость
решетчатую кость и таким путем достигают полости черепа; дают стечь
возможно большему количеству жидкости, а затем инъицируют 10-лроцентный
раствор формалина. Можно также произвести фиксацию путем люмбальной
пункции. Еще лучшие результаты дает промывание через сонную артерию.
1736. Большое число методов применимо лучше всего на замороженных
срезах. При цитологических исследованиях часто используют заливку в па-
рафиц; при изучении же миэлоархитектоники и цитоархитектоники приме-\
няют почти исключительно целлоидиновую заливку. При этом поступают по
способу, изложенному в 450. Заливка в целлоидин больших кусочков мозга
требует нескольких месяцев; кусочки должны находиться в 2-процентном
целлоидине по меньшей мере 6—8 недель, в 4-процентном—2—4 недели. Для
приготовления больших срезов мозга лучше всего использовать погружной
микротом.
Подробности изготовления больших срезов мозга gm. Штурман (1915).
1737. Спинальные и симпатические ганглии фиксируют таким же образом.
Последние часто встречаются как побочная находка при исследовании круп-
дых артерий.

Нервная ткань
407
1738* Прижизненная окраска центральной нервной системы
млекопитающих возможна лишь в ограниченной мере. Шпатц (1933) с помощью субокци-
питального прокола инъицирует краситель (трипановый синий) субарахио-
'идально; при этом он берет малые дозы, но часто повторяет инъекции. Бензен
(1927) вводит мышам подкожно 3 раза через сутки по 1 шприцу; каждый раз
по 0,5 см3 1-процентного раствора красителя на 20 г веса тела. Через 5 дней
после последней инъекции животное убивают, мозг фиксируют 12—24 часа
в формалине 1 : 4 (можно полагать, что было бы лучше фиксировать "в три-
хлоруксусной кислоте с сулемой, см. 766)\ в течение 12 час. доводят до
целлоидина I, на следующий день через целлоидин II и III заливают
в целлоидин—парафин.
Об элективной прижизненной окраске нервной системы
беспозвоночных см. 788—789. О суправитальпой окраске метиленовым синим см. 1928—
1946.
Исследование ганглиозных клеток
ИЗОЛЯЦИЯ
1739. Для изоляции ганглиозных клеток из передних рогов свежего
спинного мозга вырезают бритвой кусочки длиной 1—2 см и кладут на
3—8 дней в сильно разбавленный водный роствор хромовой кислоты
(например, 5 см3 0,05-процентного раствора хромовой кислоты на 45 см3
дестиллированной воды).
Из других изолирующих жидкостей можно^ еще назвать спирт в
треть (Ранвье, обрабатывают 1—2 недели; см. 1270), йодную
сыворотку (М. "Шультце, 24 часа; см. 1274), 0,1-процентный бихромат калия,
2 недели или дольше, 0,1-процентную осмиевую кислоту, 24 часа или
дольше.
Очень крупные ганглиозные клетки находятся в спинном мозге быка,
лошади и кошки.
После того как под влиянием изолирующей жидкости волокнистая масса
достаточно размягчится, ганглиозные клетки довольно легко изолируются
встряхиванием, расщеплением, расчесыванием (см. 129) или же обработкой
наждачной бумагой (см. 130). Затем препараты исследуются в воде или
глицерине; клетки можно легко подкрасить, прибавив немного эозина,
кислотного чфуксина и т. п.
Гапглиозные клетки очень устойчивы по отношению к гниению. Можно
серое вещество просто оставить гнить в воде или в очень разбавленной
хромовой кислоте, а затем легким прикосновением изолировать ганглиозные клетки
с длинными отростками.
1740. Мягкую мацерированную по 1739 разведенной хромовой
кислотой массу серого вещества Меннер (1935) окрашивает 24 часа в азокислоте
(см. ниже). После окраски быстро ополаскивают дестиллированной водой
и затем переносят в глицерин с водой сначала 1 : 3, а затем 1 : 1 на 24 часа
в каждую смесь и, наконец, в чистый глицерин. После этого маленькие
кусочки материала расплющивают под покровным стеклом. Вначале
ганглиозные клетки кажутся пурпурно-красными, отростки—сине-красными;
через несколько яедель онп выделяются яркосиним цветом на
неокрашенном фоне..
Приготовление раствора: 2 г азокислоты В, 1 а рвотного
-камня и 4 г щавелевой кислоты кипятят в 20 см3 дестиллированной воды
и через 24 часа фильтруют. Для окраски из этого стойкого основного раствора
Йерут 4 см3 и разбавляют 95 см3 дестиллированной воды.

408
Глава XXIV
ЯДЕРНОЕ И ТИГРОИДНОЕ ВЕЩЕСТВО
1741. Выбор методики для исследования клеток центральной нервной
системы определяется преследуемой при этом целью. При цитоархитекто-
нических и патогистологических исследованиях, в основе которых лежит
установленная Нисслем эквивалентная картина нервных клеток, речь может
итти лишь о методах, приведенных в 1742—1745. Однако возможно, что со
временем эти методы будут заменены более простыми и надежными окрасками
в забуференных красящих растворах по Пишингеру (см. 1748). Для
чисто цитологических исследований применяют методы фиксации, обычна
используемые при изучении клеток.
метод ниссля t
1742. Окраска метиленовым синим, которую Ниссль положил в основу
изучения эквивалентной картины нервных клеток, основана на
перекрашивании срезов, фиксированных в спирте, основным анилиновым красителем
с последующей отмывкой избытка красителя спиртом. При этом составные
части клеток сильнее удерживают краситель, чем масса волокон, которая
дифференцируется быстрее. В результате интенсивно окрашенный
клеточный материал резко выделяется на бесцветном фоне. В окраске клеток
участвуют как ядерные структуры, так и вещества, находящиеся в цитоплазме
нервных клеток,—тигроидные глыбкр, глыбки Ниссля или вещество Ниссля.
Под эквивалентной картиной нервной клетки Ниссль понимает «картину
микроскопической структуры имеющихся в ткани нервных клеток животного*
убитого определенным образом, которая может быть закономерно
воспроизведена при определенной микротехнике обработки нервной ткани,
находящейся в определенных экспериментальных условиях».
Впрочем, метод Ниссля с течением времени претерпел ряд упрощений.
Даже основное требование Ниссля—фиксация препаратов
спиртом—выполняется уже только частично, поскольку метод очень часто применяют на
материале, фиксированном в формалине (см. 1745). Однако в важных
случаях следует рекомендовать по возможности проводить окраску материала,
который был фиксирован по прописи в спирте. Что же касается указаний
Ниссля о резке и окраске, то их можно вполне заменить без ущерба для
результата обычным спирт—целлоидиновым методом и более контрастной
окраской толуидиновым синим или тионином. Однако вначале будет изложен
оригинальный метод Ниссля, а затем его более употребительные модификации.
1743. Метод Ниссля. а. Фиксация. Вырезают острыми ножницами
кусочки мозга в форме кубиков и сразу, без соприкосновения с водой,
помещают в большое количество 96-градусного спирта. Кусочки не должны
быть пи слишком большими, ни слишком маленькими (с длиной сторон не
меньше 1 см). Фиксируют по возможности сразу после смерти; все же не
следует быть слишком педантичным, так как, по исследованиям Ниссля, этот
метод удается еще и через 12—18 час. после смерти. Важно, чтобы кусочек
ткани со всех сторон омывался спиртом (положить на вату), который в
первый день нужно сменить по крайней мере один раз, в дальнейшем же
обновлять каждые два дня. Проба использованного спирта при смешении с водой
не должна больше давать молочнобелого помутнения.
б. Резка. Через 5 дней блок обычно достигает консистенции, наиболее
подходящей для резки. Сторону, предназначенную для наклейки, срезают
ровно острой бритвой так, чтобы толщина не была больше 6—8 мм\ размер же
плоскости среза может быть любым. На ровную поверхность деревянного
блока, служащую для наклейки, намазывают раствор гуммиарабика
консистенции меда, поверхность же мозгового блока вытирают фильтровальной

Нервная ткань
409
бумагой и легким нажимом вдавливают в раствор гуммиарабика так. чтобы он
всюду хорошо прилегал к деревянному блоку. Затем блок переносят обратно
в 96-градусный спирт, где гуммиарабик белеет и быстро уплотняется. Черев
несколько минут блок можно уже установить и резать.
Режут поставленным косо ножом, смоченным спиртом, причем стараются
срезы толщиной 110—15 мм по возможности полностью расправить с помощью
кисточки, уже смоченной спиртом во время резки. Срезы собирают в чашку
с 96-градусным спиртом. Долго их хранить в спирте нельзя, а следует сразу же
подготовить .к окрашиванию. Напротив, блок можно хранить в спирте
довольно, долго; для этого, его надо снять только с деревянного блока.
в. Окраска. Срезы оставляют плавать в часовом стекле на
следующем красящем растворе: метиленового синего В 3,75 г, наскобленного
венецианского мыла 1,75 г и дестиллированной воды 1 л. Красящий раствор
осторожно подогревают до появления паров. Затем расправленные срезы
переносят для дифферонцировки в свежеприготовленную смесь из 10 см8
совершенно прозрачного ^анплпнового масла и 90 см3 96-градусного спирта.
Дифференцируют до прекращения отдачи крупных облачков краски. Затем,
помещают срез на предметное стекло, обсушивают гладкой фильтровальной
бумагой, быстро покрывают каяпутовым маслом, далее снова обсушивают,
поливают бензином (не давать подсохнуть!) и покрывают канифолью с кси-.
лолом (насыщенный раствор канифоли в ксилоле). Теперь предметное стекло
осторожно подогревают до испарения ксилола, после чего на еще горячий:
слой канифоли накладывают подогретое покровное стекло. Красящий раствор,
который перед использованием следует взбалтывать и фильтровать, до уло-.
требления должен созревать по меньшей мере 3 месяца. Ниссль, обстоятельно
излагая свой метод, подробно указывает на значение отдельных процедур,
и на различные источники ошибок (см. Энциклопедию микроскопической
техники, раздел Нервная- система).
1744. Упрощенный метод Ниссля. Материал, фиксированный спиртом
по 1743,а, заливают в спирт—целлоидин. Срезы собирают в 70-градусный
спирт, где их-можно хранить долгое время. Окраска: а) срезы в pacnpaJ
в ленном состоянии помещают в 0,1-процентный водный раствор
толуидинового синего или тионина, который после этого дважды нагревают до
появления паров; б) после охлаждения споласкивают водой и 70-градусным
спиртом; в) дифференцируют в 96-градусном спирте; г) проводят через абсо-^
лютпыи спирт; ксилол; бальзам или же окрашивают, как указано выше;
дифференцируют в анилиновом масле со спиртом по 1743,в \ д) извлекают
на предметное стекло, обсушивают фильтровальной бумагой; просветляют
каяпутовым маслом; масло сливают; срезы обсушивают; ксилол; бальзам.
Результат; глыбки тигроида, ядерная оболочка и ядрышки интенсивно
синие или фиолетовые; цитоплазма ганглиозных и глиальных клеток,
бледносиняя; волокнистое нервное вещество не окрашено.
_ В качестве критерия удачи метода Шпильмейер принимает, «что при
нормальных условиях между структурами клеточного тела, окрашенными
в интенсивный синий цвет, должны быть видны неокрашенные тяжи
(фибриллярные пути)».
По сравнению с резкой незалитого материала заливка в целлоидин
имеет то преимущество, что при этом на срезах сохраняется й сосудистая
оболочка. В случае плохо окрашивающихся препаратов, например при
употреблении старого материала или фиксированного формалином,
красящий раствор следует подогревать дольше (30—60 мин.). Кроме того,
изготовленные таким образом препараты должны быт^ь устойчивее. Дифферен-
цировка в анилин—спирте идет скорее, чем. в спирте. Спирт,
денатурированный метиловым алкоголем, дифференцирует быстрее, чем чистый спирт.
Как анилин, так и каяпутовоёГмасло должны быть тщательно удалены, так

410 Глава XXIV
как оставшиеся следы этих веществ очень неблагоприятно влияют на
стойкость препарата. После заключения препарата канадский бальзам должен
затвердеть как можно скорее. Для этой цели Шпильмейер советует провести
препарат несколько раз через пламя, а затем прижать покровное стекло.
1745. Чтобы сделать формалиновый материал до некоторой степени
пригодным к окраске, блоки нужно на 1—2 дня положить в воду, а затем
несколько недель или, лучше, месяцев держать в многократно сменяемых
70- и 96-градусном спиртах. После этого заливка в целлоидин. Шпильмейер
(1930) советует и целлоидиновые срезы ставить еще на 24 часа в 70-градусном
спирте в термостат (37°), затем окраска тионином и дифференцировка в
анилин—спирте.
, Замороженные срезы формалинового материала помещают в
70-градусном спирте в термостат. Затем окраска кристаллическим фиолетовым (1%).
Дифференцировка в спирте (Шпильмейер).
1746. Для того чтобы можно было использовать хромированный
материал, Тоиминакис (1928) сперва дехромирует срезрь С этой целью их
помещают сначала в 0,3-процентный перманганат калия, 5 мин. Затем после
промывки в дестиллированной воде переносят в смесь 1-процентной
щавелевой кислоты с 1-процентным раствором сернистого натрия (1 : 1), 10—15 мин.
Промывка в проточной и дестиллированной воде, 1 час. Все эти операции
повторяют 2раза. После этого окрашивают в 0,5-процентном растворе толуи-
динового синего, 4 мин. Промывка, 10 мин. Дифференцировка в смеси 30
частей анилинового масла с 70 частями 96-градусного спирта (часто сменять),
1—2 часа; терпинеол; ксилол; бальзам.
1747. Штурман (1915) фиксирует вместо спирта жидкостью Карнуа
и получает при этом значительно лучшие результаты, особенно на
эмбриональном материале, который иначе легко сжимается. Затем он заливает
в парафин. Окраска толуидиновым синим или по Нисслю. После окраски
'Штурман просветляет срез в бергамотном масле, наносит на него жидкий
канадский бальзам на ксилоле, которому затем дает, по возможности', больше
стечь и оставляет препарат на 24 часа в горизонтальном положении при
комнатной температуре (защитив от пыли.) После этого еще 6 час.
высушивает при 58°, не накладывая, однако, покровного стекла (если сразу
высушивать в тепле, то образуются полосы). Позднее на препарат наливают еще
профильтрованный 10-процентный раствор желатины, которому также дают
стечь. Через 1—2 дня слой желатины высыхает. По Штурману, препараты,
покрытые таким образом, не выцветают.
ДРУГИЕ МЕТОДЫ ОКРАСКИ ЯДЕРНОГО И ТИГРОВДНОГО ВЕЩЕСТВ
1748. Исследования Пишингера показали, какое значение имеет для
выявления ядер и тигроидных глыбок ганглиозных клеток pH красящего
раствора. С помощью указанных ниже буферных красящих растворов
Пишингера удается простым путем совер1пенно равномерно выявить все глыбки
Ниссля и даже их следы. Окрашиваются, кроме глыбок, также базихроматин
и ядрышко. Фиксируют в 96-градусном спирте. Заливают в парафин.
Освобождённые от парафина срезы из дестиллированной воды помещают на 10 мин.
в следующий красящий раствор: 1н. уксусной кислоты 1,0 см3, 1н.
уксуснокислого натрия 1,0 см3, метиленового синего чистого 0,064 г,
дестиллированной воды 100 см3 (pH красящего раствора 4,65). После окраски
ополаскивают в таком же буферном растворе, но без красителя; затем фиксируют
в 4-процентном раствора молибденовокислого аммония. Дестиллированная
вода; спирт; ксилол; бальзам.
По Пишингеру, этот метод ровнее и надежнее оригинального метода
Ниссля; при нем отпадают обсушивание срезов, а также другие-точно не

Нервная ткань
411
определимые приемы, как, например, дпфференцпровка. Кроме того, метод
още полнее соответствует требованиям эквивалентного метода, так как точно
воспроизводим и физико-химически определенен. pH 4,65 красящего раствора
можно создать и ацетат-вероналовым буфером по 1265.
1749. Очень красивая и чистая окраска тигроидного вещества
(и~хроматина) на парафиновых срезах получается галлоцианином с хромовыми
квасцами (Эйнарсон, 1932). Красящий' раствор приготовляют по 734. pH
раствора около 2,09. Продолжительность окраски 24—48 час. Окраска удается
после многих обычных фиксирующих смесей, поскольку они сохраняют
тигроидное вещество, например спирт, спирт—формалин, сулема—формалин—
спирт, жидкость Ценкера и другие. Кроме элективности окраски и легкости
выполнения этот метод выгоден тем, что дает очень стойкие препараты,
оставляет совершенно неокрашенными волокнистые структуры и состоит в
прогрессивном прокрашивании. Ясно выявляются им также такие
патологические изменения, как тпгроллз, вакуолизация, агглютинация и т. д.
(Эйпарсоп).
Если pH красящего раствора повышать от 2,09 до 4,46, то появляется
усиливающаяся подкраска глиальных клеток и волокнистых структур,
а также цитоплазмы и отростков. Эйнарсон и Бентсен (1939) на животном
материале получали хорошую картину клеток при pH 2,60. Для
изготовления раствора авторы кипятили 5 мин. раствор галлоцианина и прибавляли
к нему такое же количество указанного ниже раствора соды с бурой.
Продолжительность окраски 48 час. Приготовление раствора соды с бурой:
Раствор а: 5,30« Na2C05 на 1 л дестиллированной воды; раствор б: 19,10 г
[а2В407 + 10 HsO на 1 л дестиллированной воды. Смесь—97,3 см* раствора а
и 2,7 см9 раствора б—дает желаемый щелочной буфер с pH 11.
1750. Для окраски целлоидиновых срезов (а также и парафиновых)
Эйнарсон и Бентсен (1939) рекомендуют раствор антраценовый
синий—сернокислый алюминий—хромовые квасцы. Приготовление: 5 а
сернокислого алюминия и 5 а хромовых квасцов растворяют в 100 см?
дестиллированной воды, затем прибавляют 0,5 а антраценового синего и все вместе
кипятят 10—15 мин. После охлаждения фильтруют. pH 1,95. Окрашивают
прогрессивно, 24—48 нас. Затем промывают в дестиллированной воде;
спиртовый ряд; карбол-ксилол; бальзам.
В зависимости от прибавления 1н. HCl или щелочного буферного
раствора, указанного в 1749, окраска дает' различные результаты. Кроме того,
оказывается, чтр оптимум pH для отдельных участков мозга неодинаков.
Для большого мозга рекомендуется pH 1,95—2,59, для среднего,
продолговатого мозга и мозжечка—2,68—2,73, для спинного мозга—2,73—3,25.
Более подробные количественные указания в оригинальной работе Эйнар-
сона и Бентсена.
1751. Для того чтобы на парафиновых или целлоидиновых срезах из
хромированного материала получить для изучения цитоархитектоники
хорошую ядерную окраску, Криспин-Экснер (1941) использует следующую
смесь: 5 а железных квасцов (фиолетовые кристаллы) и 5 а хромовых квасцов
последовательно растворяют в 200 см* дестиллированной воды; затем
растирают в кашицу 0,5 а антраценового синего с небольшим количеством
дестиллированной воды и прибавляют при помешивании раствор квасцов. Смесь
кипятят 15 мин. Остудив, доливают дестиллированную воду до 200 см?
и прибавляют 1 см? концентрированной соляной кислоты. Через несколько
дней фильтруют и фильтрат разбавляют равным количеством
дестиллированной воды. Добавляют тимол. Раствор годен к употреблению в течение 2—3
месяцев. Срезы, отбеленные по Паль—Люстгартену (см. 983) и промытые в
дестиллированной воде, помещают на 48 час. в красящий раствор, затем
промывают в дестиллированной воде, спирте и т. д.

412
Глава XXIV
1752. П. Майер (1918) сперва расправляет парафиновые срезы на
поверхности теплой воды, а затем, не растворяя парафина, пускает их плавать на
одном из двух следующих растворов: а) тионина 2 а, виннокаменной кислоты
1 а, дестиллированной воды 1 л\ б) пиронина G 2 а, виннокаменной кислоты
2 а, дестиллированной воды 1 л (во избежание образования плесени
прибавляют еще 2—3 см3 формалина). После окраски срез извлекают на предметное
стеклр и дают ему высохнуть. После этого ксилол; бальзам и т. д. По этому
методу тигроидное вещество очень резко окрашивается.и после
формалиновой фиксации.
1753. Гельд фиксирует 24 часа в пикринсерной кислоте (см. также 312;
по Коудри, очень хорошие результаты дает и жидкость Карнуа), затем_
постепенно проводит через ряд спиртов (от 20-градусного до абсолютного)
и заливает в парафин; тонкие срезы, приклеенные 30-градусным спиртом,
окрашивают 2 мин. при легком нагревании в смеси 1-е эритрозийа, 2 капель
ледяной уксусной кислоты и 150 см3 дестиллированной воды. После промывки
в воде срезы помещают в смесь 5-процентного ацетона и раствора метилено-
вого синего по Нисслю (1:1); смесь при окраске подогревают до
исчезновения запаха ацетона. После охлаждения дифференцируют в ОД-процентном
растворе квасдов до тех пор, пока срезы вновь не покраснеют. Промывают
в воде; абсолютный спирт; ксилол. Результат: глыбки тигроида и
ядрышки резко темносиние, протоплазма и ядра красноватые.
1754. Форма появляющихся глыбок Ниссля в значительной степени
зависит от характера фиксирующей жидкости. При" употреблении жидкости
Ценкера без прибавления уксусной кислоты они выявляются в виде зернистой
субстанции, диффузно распределенной в протоплазме; при прибавлении
уксусной кислоты они образуют хорошо отграниченные глыбки, которые тем
крупнее, чем больше прибавлено кислоты. Смесь спирта с формалином выявляет
их резче, чем формалин или спирт в отдельности (А, Гопкинс, 1924).
При нуклеальной реакции глыбки Ниссля так же, как и ядрышки
в ядре, остаются неокрашенными. Однако и те и другие содержат
значительные количества нуклеиновых кислот, которые и обусловливают характерную
базофилито. Эти нуклеиновые кислоты отличаются от находящейся в
хромосомах тем, что в качестве углевода вместо tf-2-рцбодезозы (дезоксирибозы)
содержат d-рибозу (Ландстрём, Касперсон и Вольфарт, 1941).
1755. Для дифференциального выявления в ганглиозных клетках
глыбок Ниссля и желтого пигмента Бете и Флюкк (1938) разработали точный
метод, подробности которого можно найти в их работе. Принцип метода
основан" на следующем. Сперва выявляют глыбки Ниссля, окрашивая их в забу-
феронпом растворе. После йх исследования окраску отмывают разбавленной
Соляной кислотой и обрабатывают препарат 0,5-процентным раствором соды.
В результате этого вещество Ниссля в прежней области pH перестает
окрашиваться, тогда как пигмент сохраняет способность к окраске. Окраска
пигмента наступает лишь в довольно узкой области, pH, а так как она
растворима в спирте, то ее надо зафиксировать в молибденовокислом аммонии.
Этим способом можно уловить и мельчайшие пигментные зернышки вместе
с их основным веществом. Таким образом, на одной и той же клетке
последовательно получаются картины глыбок Ниссля и пигментных зерен.
Желтый пигмент (пигмент изнашивания) состоит, согласно исследованиям
Бете и Флюкка, из основного вещества (вероятно, белкового характера)—
из вещества, растворимого в некоторых органических растворителях и
окрашивающегося жировыми красителями, и из желтого красящего^ вещества,
связанного с основным веществом. Это основное вещество первично,
окрашивается основными красителями. Его окраска, в отличие от первичной окраски-
глыбок Ниссля, неустойчива по отношению к спирту. Основное вещества
пигмента и его окрашиваемрсть устойчивы к щелочам, тогда как первичная

Нервная ткань
окрашиваемость глыбок Ниссля в щелочных ваннах исчезает. Области pH,
в которых элективно окрашиваются глыбки Ниссля и пигментные гранулы,
явно различны. Дальше всего в кислую сторону лежит изоэлектрическая
точка вещества Ниссля, затем идет точка основного вещества пигмента,
ближе всего к нейтральной реакции находится изоэлектрическая точка
основного вещества ганглиозных клеток и фибрилл.
МИТОХОНДРИИ И НЕЙРОСОМЫ
1756. Для выявления митохондриев в нервных клетках пригодны
методы, указанные в .96.9—999.
1757. Методом, приведенным в 995, митохондрии окрашиваются в светло-
красный цвет, вещество Ниссля—в зеленый или синий, нейрофибриллы—v
п свотлокоричневый. Может также выступить система канальцев.
^JlZßÄ^ Сходен также метод Альпгеймера, при котором фиксируют 24 часа
в 10-градусном сппрте п 8 дней дополнительно обрабатывают жидкостью
Флемминга (ледяной уксусной кислоты лишь 1—2 капли!).у Срезы,
освобожденные от парафина, окрашивают в течение 1 часа насыщенным водным
раствором кислотного фуксина при 58°, быстро ополаскивают
дестиллированной водой до прекращения отдачи облачков краски; на 10—20 сек. погружают
с смесь из 30 см3 насыщенного спиртового раствора пикриновой кислоты
и .60 см3 дестиллированной воды; снова споласкивают водой и 20—50 мин.
.докрашивают насыщенным водным раствором светового зеленого, который
наполовину разбавляют дестиллированной водой. Затем быстро
ополаскивают водой, обсушивают фильтровальной бумагой и быстро проводят через
абсолютный спирт в ксилол и бальзам. Результат: митохондрии и ней-
росомы яркокрасные, вещество Ниссля зеленое; тело амебоидных глиальных
креток зеленоватое, глиальные и соединительнотканные волокна красные.
1759. Нейросомы, выявленные Гельдом при окраске эритрозин—мети-
леновым синим (см. 1753), в большей своей части соответствуют
митохондриям. При применении фиксирующих жидкостей, непригодных для
сохранения • митохондриев (например, жидкости Карнуа), последние
•обнаруживаются в измененной форме в виде глыбок, тогда как хорошо
зафиксированные митохондрии нервных клеток имеют, форму резко конту-
рированных зерен или палочек. Другая часть нейросом соответствует, по
Коудри, тельцам неизвестной природы. Возможно, что они образуются
путем превращения митохондриев.
- ВЕЩЕСТВО ГОЛЬДЖИ
1760. Для выявления вещества Гольджи (Apparato reticolare interno,
формий, центроформий) в ганглиозных клетках см. 1007—1025.
1761. Помимо этих общеупотребительных методов часто еще применяют
старый метод Рамон Кахаля (1907 и 1908), но он, однако, менее надежен, чем
методы, приведенные в 1009 или 1020 и 1022.
ВЫЯВЛЕНИЕ ГАНГЛИОЗНЫХ, КЛЕТОК ВМЕСТЕ С ИХ ОТРОСТКАМИ
ВЫЯВЛЕНИЕ ПУТЕМ ИМПРЕГНАЦИИ МЕТАЛЛАМИ
1762. Среди относящихся сюда методов на первом месте стоят методы
импрегнации серебром Гольджп. Онп основаны на образовании соединений
серебра, которые осаждаются в отдельных ганглиозных клетках и их
отростках, но часто также и в глиальных клетках, сосудах и других образованиях.
Из различных методов, предложенных Гольджи, наиболее употребителен
так называемый «быстрый метод», который к тому же работает надежнее,

414
Глава XXIV
чем «медленный метод». Во многих случаях, впрочем, он может быть заменен
более простым й легким методом серебрения О. Шультце (см. 1808).
Недостатком, но в то же время и достоинством метода Гольджи является то, что
импрегнация никогда не- распространяется на все клетки, но всегда
ограничивается отдельными элементами. Благодаря этому получается картина
хотя и неполная, но более ясная, чем если были бы выявлены все-
клетки.
1763. Метод Гольджи имеет большое значение не только для
импрегнации нервных клеток, его часто применяют также для выявления нервных
окончаний, секреторных капилляров, железистых ходов, клеточных
границ и т. п. Хотя метод Гольджи до некоторой степени дает лишь теневую
картину, он в соответствующих случаях превосходно выявляет
разнообразные тканевые элементы. При его использовании, конечно, нужно постоянно
сознавать, что выявление структур основано на образовании осадков,
которые при известных обстоятельствах могут дать картину не существующих
в действительности структур. Нужно также постоянно учитывать, что
выявленные клетки или структуры могут оказаться лишь неполно импрегниро-
ваппыми. Какие именно образования будут импрегнированы, является
в известной степени делом случая, так как условия, при которых происходит
образование осадков, к сожалению, еще недостаточно известны В связи
с этим толкование препаратов, обработанных по Гольджи, во избежание опга-
. бок требует некоторых предварительных знаний и опыта.
Из приведенных ниже прописей я особенно рекомендую методику
Бюбенета (см. 1773)\ она мне давала определенно хорощие результаты как на
молодых, так и на старых мозгах "при короткой и длительной фиксациях.
О теории метода Гольджи см. Цейгер (1938).
ОРИГИНАЛЬНЫЙ МЕТОД гольджи
1764. Быстрый метод Гольджи.
а. Некоторое количество кусочков ткани, по возможности свежих,
помещают в смесь из 40 см* 2,5-процентного (до 3,5-процентного по Кахалю)
бихромата калия и 10 см3 1-процентной осмиевой кислоты при 20—25°
(стеклянная пробка!).
Кусочки не должны быть слишком большими или слишком маленькими—
лучше всего толщина 2—3 мм с поверхностью 5—10 мм*. Кусочки помещают
в коричневую склянку на стеклянную вату так, чтобы'жидкость проникала
со всех сторон. Указанное выше количество жидкости достаточно для 5—6
' кусочков.
Продолжительность воздействия заранее нельзя указать, так как для
каждого объекта' она различна. Поэтому всегда кладут в смесь большое
, число кусочков и вынимают их из раствора в течение 2—7 дней с
промежутками около 12 час.
б. Кусочки обсушивают фильтровальной бумагой и погружают в
небольшое количество 0,75-процентного раствора азотнокислого серебра, который
в случае надобности несколько раз сменяют до прекращения образования
осадка,- затем помещают на 1—2 дня (по Кахалю на 1—6 дней) в 100 см9
0,75-процентного раствора азотнокислого серебра при комнатной темпера^-
туре или при 35° (не выше), лучше в темноте.
в. Промывают в 40-градусном спирте (1—2 часа), сменяя его
несколько раз.
г. Переносят в 80- и 96-градусный спирты.
д. Зажимают в уплотненную печень (см. 134) или приклеивают
гуммиарабиком (см. 1743) и режут бритвой или на микротоме, смачивая спиртом
(толщина срезов 20—100 р).

Нервная ткань
415
Если кусочкп после уплотнения в сппрте перенести обратно в воду,
то их можно резать п на заморажпвающем микротоме. Кусочкп можно также
быстро залить в целлоидин, для чего пх обезвожпвают в абсолютном спирте
12 час, спирт—эфире 2—4 часа, 4-процентном целлоидине 1—2 дня;
накладывают на деревянный или, лучше, на стабилитовый блок. Обливают густым
раствором целлоидина и уплотняют на воздухе или в 80-градусном сппрте.
Если ткань при резке очень крошится, то блок после каждого среза
смазывают жидким раствором целлоидина.
Аддисон помещает на 1—4 часа в абсолютный спирт, на 1 час в
абсолютный спирт с эфиром (1 :1), а затем на несколько часов в жидкий целлоидин
(в сосуд со*свободно сидящей пробкой). После этого объект уплотняют в
парах хлороформа и режут в 95-градусном спирте.
е. Срезы тщательно промывают в 80-градусном спирте для удаления
избыточного серебра; если оно остается, то это приводит к нежелательному
дополнительному потемненшо препарата.
ж. Срезы обезвожпвают в абсолютном спирте.
8. Просветляют в креозоте, затем в скипидаре.
и. Срез переносят на покровное стекло, осторожно отсасывают масло
и наносят каплю густого канадского бальзама, которую распространяют по
всему препарату. Затем на несколько дней оставляют сохнуть в месте, защи-
щоцном от пыли, и, наконец, укрепляют покровное стекло срезом вниз на
продырявленном предметном стекле или деревянной дощечке. Таким
образом, препарат не должен быть заключен обычным образом между предметным
и покровным стеклами, так как в этом случае импрегнация разрушается
в короткий срок.
Результат: при удавшейся импрегнации на светлом
фоне-выделяются отдельные темночерные ганглиозные клетки вместе с их отростками.
1765. Материал для импрегнации. Наиболее легко удается
импрегнация ганглиозных клеток на материале, взятом от молодых животных
(поздние эмбрионы, 1—10-дневные животные), так как в этом случае растворы
легче всего проникают. Особенно благоприятными объектами являются
головной и спинной мозг птенцов голубя. По Краузе (1922), быстрый метод Гольджи
дает превосходные результаты на мозге ящериц, особенно при двойной
импрегнации по 1769.
1766. Большое значение для результата имеет , цродолжительность
хромирования. Точных сроков, к сожалению, дать невозможно, так как для
каждого объекта они различны и зависят от состояния препарата,
температуры, концентрации, количества жидкостей и от других влияний. Сроки
устанавливаются чисто эмпирически. Для ганглиозных клеток центральной
нервной системы обычно указывают 3—5 дней, для глии—2—3 дня, для нервных
волокон—5—7 дней. При слишком коротком сроке появляется лишь
диффузный осадок хромового серебра, при слишком длинном—находятся только
резко отграниченные кристаллы; импрегнация же отсутствует.
1767. Уменьшение осадков серебра. Кусочки ткани обычно бывают
окружены толстым слоем осадков серебра, который может очень мешать
наблюдению, особенно в случае тонких препаратов мембран, так как покрывает
большую часть препарата. По Зеервальду, часто бывает поэтому весьма
целесообразно перед помещением кусочков в раствор серебра несколько раз
быстро погрузить их в 10-процентный раствор желатины и, таким образом,
окружить желатиновой оболочкой, на которой и осаждается серебро. После
серебрения от желатины освобождаются путем быстрого погружения
кусочков в теплую воду, насыщенную хромовым серебром.
1768. Обработка препаратов, хромированных слишком долго. Объекты,
находившиеся слишком долго в растворах, содержащих хром, еще могут
быть сделаны годными для импрегнации по Гольджи, если их обрабатывать

416
/
в течение 1—14 дней в часто сменяемой смеси равных частей
2—3-процентного раствора бихромата калия и 4—5-градусного раствора сернокислой
меди; из этой смеси объект переносят прямо в ванну с серебром.
1769. Надежность метода Гольджи очень повышается 2-кратным или
3-кратпым импрегнировапием по Кахалю. Благодаря этому часто можно
спасти импрегнацию, оказавшуюся в первый раз, как показали срезы
бритвой, неудачной.
При повторном импрегнировании сперва поступают, как указано в 1764,
ü и б. Обсушивают кусочек па фильтровальной бумаге и помещают обратно
в уже употреблявшуюся смесь бихромата калия и осмиевой кислоты, а затем
йа 1 день в раствор бихромата калия с осмиевой кислотой. Снова возвращают
в употреблявшийся раньше раствор азотнокислого серебра на 1 день.
Споласкивают дестиллированной водой, обсушивают фильтровальной бумагой.
Погружают на 1—2 мин. в 96-градусиыи спирт; обсушивают фильтровальной
бумагой. Делают блок с помощью гуммиарабика или парафина и режут,
смачивая 96-градусным спиртом. Толщина срезов 80—100 ц; срезы
промывают в 96-градусном спирте, сменяемом 5—6 раз, в общей сложности не
дольше 0,5 часа. Переносят на предметное стекло, прижимают
фильтровальной бумагой и заключают по 1764. Приведенные выше процедуры можно
повторить и в третий раз.
1770. Медленный метод Гольджи. Маленькие кусочки органов помещают
в. жидкость Мюллера или в 3-процептный раствор бихромата калия,
концентрацию которого постепенно повышают до 5 % (в сосуде из коричневого стекла).
Через 4—6 недель делают первую пробу; для этого один кусочек обсушивают
фильтровальной бумагой, ополаскивают 0,75-процентным раствором
азотнокислого серебра, а затем кладут в такой же раствор серебра на 24 часа.
Если сделанные бритвой срезы с материала не обнаруживают никакой
импрегнации, то пробу повторяют через 8 дней. После того как
получилась импрегнация, поступают дальше по 1764, начиная с в.
МОДИФИКАЦИЯ МЕТОДСВ гольджи
1771. Из многочисленных модификаций методов Гольджи ниже будут
приведены лишь некоторые из наиболее важных. Они основаны или на
изменении фиксирующей жидкости (см. 1772 и 1773), или на замене серебра
другим металлом (см. 1774 и 1775), или же на последующем изменении осадка
•серебра (повышающем его устойчивость), полученного по. оригинальному
методу (см. 1776).
1772. Модификация Копша. В этой модификации метода осмиевая
кислота заменена формалином. Маленькие кусочки фиксируют в смеси 80 см3
'3,5-процентного раствора бихромата калия и 20 см3 формалина (часто
взбалтывать, на 2 см3 вещества 50 см3 раствора). Через 24 часа переносят в чистый
3,5-процентный раствор бихромата калия. Через 3—6 дней (железистые
органы часто уже на 2-й день) помещают в 0,75-процентный раствор
азотнокислого серебра и далее, как в 1764.
1773. Бюбенет (1929) систематически исследовал значение различных
факторов при методе Гольджи. В конце концов он получил наиболее
хорошие результаты следующим методом, который я и могу вполне
рекомендовать па основании собственного опыта: а) фиксация в формалине (1 : 9);
достаточно уже 1—2 дней (однако я получал хорошие результаты и на
материале, лежавшем в формалине годами); б) кусочек, положенный на вату,
хромируют 2 дня в 2,5-процентном растворе бихромата калия при 34°; в) блок
обсушивают фильтровальной бумагой, наскоро споласкивают 2-процентным
раствором азотнокислого серебра и помещают в такой же раствор при 34°
на 1—2 дня; г) быстрая заливка в парафин (в 1—2 дня).
Глава XXIV

Нервная ткань
417
1774. Неоднократно рекомендовался сулемовый метод по Коксу.
Фиксируют в хорошо закрытой коричневой банке при 37° 1—2 месяца в следующей
смеси: 5-процентного раствора сулемы 100 см*, 5-процентного раствора би-
хромата калия 100 см*, к этому прибавляют 80 см* 5-процентцого раствора
монохромата калия, который предварительно разбавляют 200 см*
дестиллированной воды (точно соблюдать последовательность!). Через 24 часа
раствор следует обновить. Замороженные срезы или срезы, сделанные
бритвой из материала, предварительно обработанного таким образом, помещают-
на 1—2 часа в 5-процентный раствор углекислого натрия, в котором импрег-
нированные места чернятся. После этого срезы промывают в воде; затем
40-, 80-градусный и абсолютный спирты и через масло в канадский бальзам,
как в 1764.
Кокс в качестве среды для заключения рекомендует смесь из 75 частей
сандарака, 15 частей камфоры, 20 частей скипидара, 22,5 части лавандового
масла, 75 частей абсолютного спирта п 5—10 капель касторового масла.
Заключать п в этом случае без покровного стекла!
1775. Метод импрегнации свинцом Кронталъ—Корнинга (1900).
Фиксируют в 10-градусном формалине. Вырезают кусочек с длиной стороны не более
3 мм п кладут в смесь из равных частей насыщенного водного раствора
муравьинокислого свинца и 10-процентного формалина. Через 5 или, лучше,
14 дней без промывки переносят на такой же срок в смесь из 10-процентного
формалина и ежедневно свежеприготовляемой сероводородной воды (чтобы
смесь не очень окрашивалась от внесения препаратов, сперва немного смеси
наливают на кусочки и сливают). Срезы делают на замораживающем
микротоме или же бритвой. Заливка в парафин и употребление креозота и карбол-
ксилола не рекомендуются. Импрегнация, основанная на образовании
осадка сернистого свинца, не изменяется и под покровным стеклом. К
сожалению, глубина действия лишь 3—4 мм..
1776. Восстановление осадков серебра по Каллиусу (1926). Эта
модификация основана на восстановлении до металлического серебра легко
изменчивого соединения соли серебра, находящегося в аппарате Гольджи.
Препараты сперва импрегнируют и нарезают точно по приведенному в 1764 а—е
быстрому методу Гольджи. После этого срезы, хорошо промытые в
80-градусном спирте, помещают на несколько минут в гидрохиноновый проявитель
(см. ниже), в котором они становятся темносерыми до черного. Затем срезы
промывают 10—15 мин. в 70-градусном спирте и на 5 мин. помещают в
20-градусный раствор гипосульфита, в котором фон срезов делается светлым, а им-
прегпировапныс образования выступают интенсивно черными. Наконец, срезы
промывают 12—24 часа в неоднократно сменяемой воде; проводят через
спирты возрастающей крепости; ксилол; заключают; как обычные срезы,
в канадский бальзам.
Гидрохиноновый восстановитель состоит из: гидрохинона 5 г, серни-
стокислого натрия 40 а, углекислого калия 75 а, дестиллированной воды
250 см*. В хорошо закрытой коричневой склянке восстановитель может долго
сохраняться, 20 см* проявителя разбавляют 250 см* дестиллированной воды.
Перед самым употреблением смешивают 1—2 части разбавленного
проявителя с 1 частью 96-градусного спирта. (Если из-за слишком обильного
прибавления спирта выпадет углекислый калий, то тогда нужно долить еще
немного восстановителя.)
Подробное изложение методов Гольджи и их модификаций имеется
у. Каллиуса (1926).
1777. Промежуточное по своим результатам место между чистой
импрегнацией металлом и окраской занимает метод Криниса (1932), с помощью
которого особенно красиво .выявляются ганглиозные клетки вместе, с их
отростками. Преимущество этого метода, по сравнению с методом Гольджи.
27 в. Ромейс

418
Глава XXIV
состоит в большей полноте импрегнации; в отношении же возможности
анализа общей картины клетки он уступает препаратам, окрашенным по
Нисслю. Кроме ганглиозных клеток импрегнируются более или менее
интенсивно также глиальные клетки и сосуды.
Методика: кусочки мозга толщиной 5—10 мм помещают на 2 дня
в 25-процентный водный раствор солянокислого хинина; затем после
одночасовой, промывки в проточной воде переносят на 2—3 дня в формалин 1 : 9.
Замороженные срезы толщиной 15—40 ц после основательной промывки в
дестиллированной воде помещают в смесь: 10 см3 1-процентного хлорного
золота, 8 см3 5-процентного раствора сулемы и 50 см3 дестиллированной воды.
В этом растворе срезы оставляют в темноте на 6—8 час. (чем дольше, тем
интенсивнее импрегнация), затем хорошо промывают в воде и 20 мин.
фиксируют в 10-процентном растворе гипосульфита. После этого снова промывают
и. через 40-, 60- и 96-градусные спирты и карбол-ксилол переносят в бальзам.
ВЫЯВЛЕНИЕ ГАНГЛИОЗНЫХ КЛЕТОК ОКРАСКОЙ
1778. Для выявления при помощи окраски грубых отростков
ганглиозных клеток и более крупных тяжей волокон все еще рекомендуется старый
метод Герлаха (1871, 1872). Для его успеха важно, чтобы препараты до
окраски кармином не приходили в соприкосновение со спиртом.
Методика: а) фиксируют в жидкости Мюллера или в
3—5-процентном растворе бихромата калия. Продолжительность фиксации очень
различна. Мозги птиц и лягушек требуют несколько недель; головной и
спинной мозг человека фиксируют месяцы и даже годы. Срок уплотнения
непропорционален величине мозга; б) приготовляют замороженные срезы и
несколько часов их промывают в воде; в) окрашивают в разбавленном растворе
аммиачного кармина, 24—48 час. Очень важно правильно приготовить
раствор. Растирают 1 г кармина, приливают 100 см3 дестиллированной воды
и добавляют каплями нашатырный спирт в таком количестве, чтобы
краситель полностью растворился. После этого раствор должен созревать в
открытом сосуде до почти полного исчезновения запаха аммиака. К
употреблению годны лишь растворы, стоявшие долгое время. Перед
использованием основной раствор разбавляют дестиллированной водой настолько,
чтобы для окраски срезов потребовалось 24—48 час. Раствор кармина
может употребляться повторно. Со временем он становится, пожалуй,
даже лучше; г) срезы дифференцируют в слабо подкисленной уксусной
кислотой воде, 1—2 часа; д) промывка, спдрты возрастающей крепости;
ксилол; бальзам.
Результат: ганглиозные клетки вместе со своими отростками
интенсивно красные; осевые цилиндры нервных волокон и ядра клеток красные;
волокна глии розовые; мякотные оболочкиt остаются неокрашенными. Если
срез предварительно окрасить гематоксилином, то ядра будут окрашены
контрастно в синий тон. Об этом методе см. также Фореля (1877) и Швальбе
(1901).
1779. Ганглиозные клетки в центральной нервной системе удается
выявить также с помощью прижизненной окраски мётиленовым синим (см.
также 1929). У йягущки лучше всего произвести окраску по Краузе (1923).
Для этого вскрывают грудную клетку и через пульсирующий артериальный
конус инъицируют 2-процентный раствор метиленового синего на
физиологическом растворе поваренной соли (метиленовый синий,
ректифицированный по Эрлиху для инъекции в живые ткани), пока животное не приобретет
темносинюю окраску. Через 30—70 мин. извлекают головной и спинной мозг
и подвешивают во влажной камере. Через 1—2 часа достигается
максимальная окраска.. Окраску закрепляют, помещая органы целиком в 5—8-процент-^

Нервная ткань
419
шли раствор молибденовокпслого аммонпя (12—24 часа); промывают в
дестиллированной воде и быстро проводят через спирты в парафин.
Кролику (Краузе, 1921) можно ввести краситель или внутривенно,
или подкожно, или интракардиально. В первом случае животное
наркотизируют хлоралгидратом и через каждые 5 мин. инъицируют в бедренную
вену 1-процентный раствор метиленового синего, который разбавляют
равным количеством физиологического раствора поваренной соли и подогревают
до температуры тела. Через один час инъицируют неразведенный раствор до*
тех пор, пока животное не умрет в судорогах. Окраска получается тем лучшее
чем длительнее. животное переносит инъекции.
При подкожном введепии инъицируют под кожу спины с получасовыми
промежутками по 10 см3 5-процентного раствора метиленового синего.
Если после 4 или 5 инъекций наступает, как обычно бывает, смерть, то
вскрывают грудную полость п инъицируют через сердце в аорту еще 50 см3
1-процентного раствора. После часового лежания головной и спинной мозг
извлекают и фиксируют тотально в молибденовокислом аммонии и т. д.
ВЫЯВЛЕНИЕ НЕЙРОФИБРИЛЛ
МЕТОД ИМПРЕГНАЦИИ МОЛИБДЕНОМ
1780. Метод импрегнации молибденом Донаджо (1896, 1899, 1904)
и Бете (1900, 1903) основан на том, что нейрофибриллы накапливают и£
раствора молибденовокпслого аммония большие количества соли; при
последующем действии основного красителя между богатыми молибденовой солью»
структурами и красителем возникает труднорастворимое соединение.
1781. Выявление внутриклеточной нейрофибриллярной сети по До-
наджо (1906). Из различных предложенных Донаджо методов он особенна
рекомендует для большого мозга и мозжечка способ, названный методом I Vr
который дает хорошие результаты и на других нервных центрах и ганглиях-
а. Предварительная обработка: 1) кусочки толщиной примерно 5 мм
фиксируют в чистом пиридине в течение 7 дней. Через 5—6 дней жидкость
сменяют и затем фиксацию(продолжают еще 2 дня. На 1 см3 ткани требуется
не меньше 20 см3 пиридина. Срок фиксации можно сократить до 3 дней, если
первые 24 часа фиксировать в пиридин—азотной кислоте (пиридина 72 см*
и 50-процентной азотной кислоты 28 см3; смесь через 5 час. следует
обновить), затем 48 час. в чистом пиридине; 2) тщательно промывают в
дестиллированной воде 24 часа. Последняя промывная вода не должна пахнуть
пиридином; 3) помещают на 24 часа в свежеприготовленный 4-процентный
раствор молибденовокислого аммония, на 100 см3 которого прибавляют
4 капли соляной кислоты. Осадок, образующийся при прибавлении солянок
кислоты, при взбалтывании сразу снова переходит в раствор. Положение^
кусочков через несколько часов следует изменить; 4) споласкивают в 1—2
порциях дестиллированной воды; 95-градусный спирт (6 час); 2 порции
абсолютного спирта (12 час); бензол; заливка в парафин (при температуре
не выше 52°).
б. Окраска. Первые срезы выбрасывают. Последующие приклеивают
дестиллированной водой или сухими при помощи кисточки (толщина .срева
3—7 fi). Срезы через ксилол и спирт переносят на 15—30 сек. (ни в коем
случае не дольше 1 мин.) в дестиллированную воду, а затем в
свежеприготовленный раствор тионина (1 : 40 000).
В первой порций красящего раствора срезы ллавают около 1 мин., затем
их переносят во вторую порцию и держат в ней до тех пор, пока они не до-*
стигнут надлежащей степени окраски; это может иногда длиться 30 мин~
и дольше.
27*

420
Глава XXIV
Окраска проходит три фазы. Во время первой фазы появляется бледная
диффузная синяя окраска белого и серого веществ мозга. Во вторую фазу
серое вещество принимает интенсивную фиолетовую окраску. Ядра клеток
становятся синими. В третью фазу серое вещество делается
красно-фиолетовым, белое же обесцвечивается, сохраняя лишь синеватый тон. К; этому
моменту нейрофйбриллы оказываются окрашенными лучгше всего, тогда как
ядра теперь полностью открашены.
После окраски срезы на несколько секунд поступают в
дестиллированную воду, затем в 95-градусный спирт, где они в течение нескольких секунд
или минут дифференцируются. Затем их обратно переносят
в.дестиллированную воду, которую 2—3 раза обновляют до полной отмывки спирта и
помещают для фиксации на 15—30 мин. в 4-процентный раствор молибдата
аммония. Наконец, промывают в 3—4 порциях дестиллированной воды (15—
20 мин.) и проводят через 95-градусный и абсолютной спирты, ксилол, обсушка
фильтровальной бумагой, бальзам (см. ниже).
Результат: нейрофйбриллы фиолетово-красные на бледнорозовом
фоне.
Донаджо рекомендует употреблять для заключения даммар-бальзам,
который быстро затвердевает и хорошо сохраняет окраску. Для его
приготовления 12 г даммаровой смолы растворяют в 100 см* ксилола и после
полного растворения прибавляют при взбалтывании 10 см* бензина. Не
фильтровать, а дать осесть.
1782. Выявление нейрофибрилл по Бете.
а. Предварительная обработка: 1) кусочки центральной нервной системы
толщиной 4—10 мм фиксируют 24 часа в 3—7-процентной азотной кислоте
(уд. вес 1,40). Для окраски фибрилл берут более слабую концентрацию
кислоты, для сети Гольджи более сильную; 2) не ополаскивая, переносят на
24 часа в 95-градусный спирт; 3) помещают в смесь из 1 части аммиака (уд.
пес 0,95), 3 частей дестиллированной воды и 8 частей 96-градусного спирта,
24 часа; 4) 96-градусный спирт, 3—6 час; 5) помещают на 24 часа в смесь
из 1 части соляной кислоты (уд. вес 1,18), 3 частей дестиллированной воды
и 8—12 частей 96-градусного спирта; 6) 96-градусный спирт, 3—6 час; 7) де-
стиллированная вода, 2—6 час; 8) на 24 часа кладут в 4-процентный водный
раствор молибденовокислого аммония (белый препарат). При всех этих
процедурах температура не должна превышать 20°; 9) 96-градусный и
абсолютный спирты, ксилол, парафин. Срезы толщиной 5—10 (а приклеивают белком
(сухими, без воды), иначе молибден извлекается в раствор.
б. Приклееные срезы переносят через спирт в воду и хорошо
промывают (по Гаряеву, лишь немного) в дестиллированной воде; затем предметное
стекло снизу обсушивают, на срезы наливают 1—2 см* воды и помещают на
2—10 мин. (испробовать!) для дифференцировки в термостат (58—60°). Затем
воду сливают, быстро споласкивают и наливают раствор толуидинового
синего (1 : 3000); окрашивают 10 мин. в термостате, споласкивают водой до
прекращения отдачи облачков краски. Абсолютный спирт; ксилол; канадский
бальзам (если ксилол и канадский бальзам совершенно безводны, то препарат
сохраняется А/4—4 года).
Результат: при надлежащей окраске нейрофйбриллы очень резко
окрашены в фиолетовый цвет.
Результат окраски зависит от своевременного прекращения
дифференцировки в теплой воде. Скорость процесса определяется количеством воды,
количеством молибдена в ткани и длительностью действия нагревания.
Чтобы установить оптимум, дифференцируют три одинаковых препарата
2, 5 и 8 мин. При надлежащей окраске окрашиваются лишь нейрофйбриллы
и ядра. Осадок на поверхности говорит о слишком краткой дифференцировке,
бледная окраска фибрилл—о слишком продолжительной. Если дифференци-

Нервная ткань
421
ровка наступает уже по пстеченпп 2 мпн., то дпфференцпруют не водой,
а раствором молибдена (1:2500—5000), плп же опрашивают более крепким
раствором толупдпнового спнего (1 : 1000); если через 10 мпн.
дифференцировка еще недостаточна, то увеличивают количество воды. Окраска фибрилл
легче всего удается на клетках передних рогов головного мозга человека,
собаки, кролика; сети Гольджи легче всего выявляются в клетках зубчатого
ядра и олив. Этим методом выявить нейрофибриллы в периферических
нервах не удается (см. также 1902).
ВЫЯВЛЕНИЕ НЕЙРОФИБРИЛЛ МЕТОДОМ ЗОЛОЧЕНИЯ
1783. Метод золочения Апати (1897а) часто применяют как на свежих,
так и на предварительно фиксированных объектах для выявления
проводящих элементов нервной системы, главным образом беспозвоночных. В
первом случае говорят о предварительном золочении, во втором—о последующем
золочении. Как говорит ученик Апати Е. Лондон (1905), этот метод проводится
очень легко, но часто дает неудовлетворительные результаты даже в опытных
руках; однако из 100 препаратов всегда получается несколько удачных,
и они бывают настолько хороши, что искупают потерянное время и труд.
Легче всего метод удается на беспозвоночных (пиявки), поэтому
практиковаться целесообразно на них. В общем, более надежно работающие методы
серебрения превосходят эту методику.
1784. Методы золочения по Апати.
Метод предварительного золочения. Мелкие
объекты, особенно тонкие пленки, помещают в темноте в 1-процентный раствор
Aürum chloratum flavum не менее яем на 2 часа; затем их без промывки
переносят в 1-процентную муравьиную кислоту (уд. вес 1,223), после чего
сразу выставляют на 6—8 час на свет так, чтобы они освещались со всех
сторон. Муравьиную кислоту можно каждый раз сменять. Заключать лучше
всего в гуммиарабик или концентрированный глицерин.
Метод последующего золочения. Материал
позвоночных фиксируют 24 часа в сулеме с осмиевой кислотой (1 часть насыщенного
раствора сулемы в 0,5-процентном растворе поваренной соли с 1 частью
1-процентного раствора осмиевой кислоты), промывают в часто сменяемой
дестиллированной воде, затем в водном растворе иода в йодистом калии
(1 г К J и 0,5 г J на 100 см* дестиллированной воды), 12 час Далее материал
проводят как после простой сулемовой фиксации. Наконец, через хлороформ
пропитывают парафином, нарезают и приклеивают водой. Вплоть до
пропитывания парафином обработка ведется в темноте. Срезы через хлороформ
и* спирт переносят в дестиллированную воду не менее чем на 6 час или же
их споласкивают водой и помещают на 1 мин. в 1-процентную муравьиную
кислоту, снова споласкивают водой и после этого обрабатывают дальше,
помещая в 1-процентный раствор хлорного эолота на 24 часа в темноте.
Затем срезы быстро споласкивают водой, переносят в 1-процентный раствор
муравьиной кислоты и выставляют на свет. Для этого предметное стекло
ставят в наклонном положении, срезом вниз, в цилиндр для окраски,
помещенный на белую подкладку. Непременным условием успеха метода является
освещение среза со всех сторон «при возможно более интенсивном свете и
возможно меньшей температуре». Когда структуры выступят достаточно
отчетливо, срезы споласкивают дестиллированной водой; затем обезвоживают
спиртом; ксилол, бальзам. Часто бывает целесообразно материал из
дестиллированной воды перенести сразу в глицерин и ли. гуммиарабик. Тонкие
пленки натягивают на рамочки из липового дерева и обрабатывают, как
приклеенные срезы. Если препарат хорошо удался, то нейрофибриллы
оказываются окрашенными в темнофиолетовый или черный цвет.

422
Глава XXIV
ВЫЯВЛЕНИЕ НЕЙРОФИБРИЛЛ МЕТОДОМ СЕРЕБРЕНИЯ
1785. Очень важные методы серебрения, введенные в технику Бильшов-
чжим, Кахалем, О. Шультце, Рансоном, Девенпортом и Бодианом для
выявления нейрофибрилл и осевых цилиндров, имеют значительно большее
распространение, чем метод импрегнации молибденом и золочение. Они дают
-более постоянные и легче получаемые результаты, чем золочение,
вследствие чего эти методы находят гораздо большее применение и в гистопатоло-
гической технике.
МЕТОДЫ БИЛЬШОВСКОГО И ИХ МОДИФИКАЦИИ
1786. Предварительной обработкой для выявления нейрофибрилл, по
Билыповскому, служит фиксация формалином, который целесообразно
предварительно нейтрализовать по 257. Оптимум для выявления начинается
недели через 3 после помещения в формалин и продолжается приблизительно
до 6 недель; однако материал, лежавший в формалине годами, особенно при
применении пиридинового способа (см. 1788), также дает еще
удовлетворительные результаты. Метод применяют или на срезах (импрегнация срезов),
или же на кусочках (тотальная импрегнация). Для получения хороших
результатов необходимы исключительно .чистая работа (нужно принять во
внимание 1519), точное соблюдение прописей (инструменты только
стеклянные!) и применение чистых реактивов:
Проведение метода Бильшовского на срезах.
а. Предварительная обработка: 1) фиксируют в формалине 1 : 9, по
возможности сразу после смерти, не мбнее 14 дней; максимальная толщина
кусочков 1 см; 2) промывают в проточной воде, 2—3 часа, затем 1—2 дня
в дестиллированной воде; 3) нарезают на замораживающем микротоме срезы
толщиной 5—10 {1 и собирают в дестиллированную воду. Хорошие срезы
вылавливают и промывают еще 1—2 часа в дестиллированной воде,
которую 3—4 раза сменяют.
б. Импрегнация: 1) срезы помещают на 24 часа в 2-процентный раствор
азотнокислого серебра; 2) быстро проводят через дестиллированную воду
(2—3 сек.! сменять стеклянные палочки). Если срезы остаются в
дестиллированной воде слишком долго, то импрегнация осевых цилиндров уже не
получается; 3) помещают в свежеприготовленный раствор аммиачного серебра
(приготовление по 1527) на 10—20 мин. Срезы должны принять в этом растворе
желтоватый тон.; 4) быстро проводят через 2—3 чашки с дестиллированной
■водой; 5) восстанавливают в формалине, не содержащем кдслоты (1 : 4 части
обычной воды), в течение 10 мин. Здесь срезы быстро окрашиваются в ши-
<фврно-серый черноватый цвет (см. также 1787); 6) промывают в обычной
воде, 15 мин.; 7) золотят в разбавленном растворе хлорного золота (3—
5 капель 1-процентного раствора желтого хлорного золота на 10 см8
дестиллированной вода), пока коричневый тон препарата не перейдет в серый или
«еро-фиолетовый; 8) фиксируют 1—2 мин. в 5-процентном растворе
гипосульфита; 9) тщательно промывают в обычной воде (1—2 часа); спиртовый ряд;
икарбол-ксилол; ксилол (не дольше чем нужно); бальзам.
На хорошо удавшихся препаратах нейрофйбриллы и перицеллфлярные
-сетчатые структуры ганглиозных клеток выделяются своим черным цветом
на светлом фоне. Тончайшие осевые цилиндры также выступают
отчетливо.
1787. Секи (1940b) советует прибавлять к восстанавливающему
раствору формалина (см. 1786)1% лимоннокислого натрия. В таком случае
картина, получающаяся в результате серебрения, бывает очень равномерной
и богатой контрастами.

Нервная ткань
423
1788. Метод серебрения с предварительной обработкой пиридином.
Если материал предназначается главным образом для выявления осевых
цилиндров, а не внутриклеточных нейрофибрилл, то Билыповскпй советует
его предварительно обработать пиридином, так как благодаря этому сильно
подавляется подкраска глии и соединительной ткани. Фиксация и
предварительная обработка, как в 1786. Замороженные срезы промывают 1—2 часа
в дестиллированной воде и на 24—48 час. переносят в неразведенный
пиридин. После этого срезы следует тщательно освободить от пиридина, для чего
их промывают в часто сменяемой дестиллированной воде до тех пор, пока не
исчезнет очень въедливый запах пиридина. После этого переносят в
2-процентный раствор. азотнокислого серебра (24 часа) и далее обрабатывают,
как в 1786.
1789. Тотальная импрегнация. Очень часто применяют импрегнацию
целого кусочка с предварительной обработкой пиридином или без нее.
Во втором случае Билыповский фиксирует в формалине кусочки ткани
размером не более 1 см3 и без промывки переносит в 2-процентный раствор
азотнокислого серебра на срок 1—8 дней (в зависимости от величины);.затем
перекладывает на 0,5—6 час. в раствор аммиачного серебра, а отсюда, после
быстрого проведения яерез дестиллированную воду, в 20-процентный раствор
формалина, где они остаются 12—24 часа. После этого как можно быстрее
заливает в парафин.
Эта «простая тотальная импрегнация» вытеснена описываемой ниже,
более надежной, тотальной импрегнацией с пиридином.
1790. Метод тотальной импрегнации с пиридином по Бильшовскому
(1911): а) органы, фиксировавшиеся не менее 1 недели в нейтральном
формалине (1 : 4 до 1 : 9), разрезают на кусочки не толще 0,5 см и на 3—4 дня
помещают, при комнатной температуре, в чистый неразведенный пиридин;
б) промывают 12—24 часа в проточной воде и столько же в часто сменяемой
дестиллированной воде; в) 3—5 дней пропитывают в 3-процентном растворе
азотнокислого серебра при 36°; г) быстро споласкивают в дестиллированной
воде; д) помещают в раствор аммиачного серебра на 24 часа. Раствор
приготовляют по 1527, но доливают дестиллированной водой не до 20 см3, а до
100 см3; е) промывают в часто сменяемой дестиллированной воде. Срок
промывки по Бильшовскому, в зависимости от толщины блока, до 1 часа, по
Буке 2 часа; ж) восстанавливают в нейтральном формалине (1 : 9), 10—12 час.
(см. также 1787); з) споласкивают в дестиллированной воде. Ускоренное
проведение через спиртовый ряд. Заливка в парафин. Золочение и фиксацию
проводят на срезах.
При тотальной импрегнации с применением пиридина можно
использовать материал, лежавший в формалине годами. При этом методе глия
и соединительная ткань обычно отступают на задний план или выделяются
благодаря иному тону окраски. Фибриллярные структуры ганглиозных
клеток выявляются при этой модификации менее ясно, чем при
оригинальном методе. Наоборот, моторпые и чувствительные концевые образования
нервов выступают хорошо.
Однако нередко импрегнация получается хорошо не во всем кусочке,
а лишь в определенных зонах. Более благоприятные результаты наблюдаются
в эмбриональных тканях, которые легче пропитываются.
1791. В последнее время Билыповский рекомендует употреблять для
восстановления серебра по 1790 не формалин, а смесь с виноградным сахаром,
состоящую из 75 см3 30-процентного раствора виноградного сахара, 75 см3
10-процентного раствора сегнетовой соли, 20 см3 10-процентного раствора
углекислого калия и 5 см3 чистого формалина. Импрегнированные блоки
помещают в эту смесь на 24 часа при 50°. Затем, как обычно, промывка в
дестиллированной воде, обезвоживание и заливка.

424
Глава XXIV
Смесь может быть применена и для восстановления импрегнированных
срезов. В этом случае срезы после раствора аммиачного серебра быстро
ополаскивают и переносят на 1—2 мин. в раствор, подогретый до 50°. Затем
промывка, золочение и т. д. Vi
Восстанавливающая смесь по Билыповскому (1927) особенно хорошо
выявляет перицеллюлярные концевые образования в центральной нервной
системе.
1792. При тотальной импрегнации по Билыповскому всегда образуется
поверхностная корочка, содержащая восстановленные соли ciepeöpa;
наружная её часть для исследования непригодна. Другой недостаток метода состоит ,
в том, что импрегнация нервов ограничивается отдельными участками.
Агдуру (1917) систематическими исследованиями удалось ограничить эти
недостатки, так что в благоприятных случаях, например у эмбрионов, он
получал более или менее полную импрегнацию центральной и
периферической нервной системы. Согласно последней статье, Агдур (1930) поступает
следующим образом.
а. Фиксация в нейтральном формалине (1:1) 7 дней или дольше. Для
нежных тканей (например, у эмбрионов) Агдур начинает с более разведенного
раствора формалина (1:7) и постепенно повышает его концентрацию до
указанной выше. Ткани, содержащие кость, после этого декальцинируют
в азотной кислоте и помещают на 2 дня в 5-процентный сернокислый
натрий; 1 день промывают в проточной воде и затем на несколько дней снова
помещают в формалин.
б. Дополнительная фиксация пиридином 5—10 дней. Трудно импрегни-
рующиеся" ткани, например мышечную ткань взрослой лягушки, Агдур
обрабатывает 2 дня или дольше щелочным раствором пиридина
(дестиллированной воды 40 частей, пиридина 4 части, 40-процентного NaOH 1 часть),
пак только ткань начнет ваметно набухать, обработку сразу же
прекращают.
в. Тщательная промывка в ежедневно сменяемой дестиллированной
воде для удаления формалина и других восстанавливающих веществ,' 6—
20 дней.
Длительность промывки различных тканей неодинакова. Плохо
проницаемые ткани требуют более длительной промывки, чем рыхло построенные.
Человеческие эмбрионы лучше всего промывать 7 дней. Слишком
длительная промывка вредна, так как приводит к неудачной импрегнации.
г. 10—25-дневная импрегнация в 3-процентном растворе азотнокислого
серебра в темноте при комнатной температуре (18—20°). •
Количество жидкости должно превышать объем объекта по меньшей
мере в 15—20 раз (важно!). В случае необходимости жидкость можно 1—2 раза
сменить.
Эмбрионы оставляют в растворе на 6—12 недель; в этом случае раствор
не обновляют.
д. После ополаскивания водой 1—3-дневная импрегнация в аммиачном
растворе азотнокислого серебра.
Раствор следует ежедневно обновлять; количество раствора должно
превышать объем объекта не менее чем в 20 раз. Продолжительность действия
для мышц и эмбрионов 24 часа.
е. Обработка кусочка водой и слабоподкисленной уксусной кислотой
(0,2 см3 ледяной, уксусной кислоты на 1 л дестиллированной воды), 24 часа
(на мышцах и эмбрионах обработка не производится).
ж. Восстановление в нейтральном растворе формалина (1 часть
формалина и 4 части обычной воды) в течение 4—6 дней. Формалин сменяют
до йсадзйовения помутнения от азотнокислого серебра.
а. Заливка в парафин.

Нервная ткань
425
и. Наклейка срезов толщиной 5^7—10 ja белком с глицерином, перенос
через ксилол, спирт и дестиллированную воду в очень разбавленный, слаба
подкисленный раствор хлорного золота (он должен быть лишь слабожелтым).
Срезы должны оставаться в растворе под контролем микроскопа до почти
полного обесцвечивания соединительной ткани (для эмбрионов это большей
частью излипше),
к. 0,5-процентный раствор гипосульфита, несколько секунд.
л. Промывка в обычной воде, 5—10 час.
м. Ряд спиртов; ксилол; бальзам.
Приготовленние аммиачного раствора
азотнокислого серебра: к 10 см3 10-процентного раствора азотнокислого
серебра прибавляют 20 капель 40-процентного раствора NaOH и 400 см*"
дестиллированной воды; затем осторожно при постоянном взбалтывании
добавляют каплями аммиак до тех пор, пока осадок не растворится, вплоть до
небольшого остатка.
1793. Метод Грос—Шультце (1918) (этот весьма рекомендуемый для
замороженных срезов метод выгоден тем, что дает возможность наблюдать за
течением импрегнации под микроскопом).
а. Свежив кусочки ткани фиксируют в нейтральном формалине (1:4—9)^
не меньше 10 дней (годен к употреблению в течение нескольких месяцев).
См. также 1915.
б. Кусочки ткани толщиной 2—3 мм промывают сначала в проточной
воде 1,5—2,5 часа, а ватем в дважды сменяемой дестиллированной водег
14—17 дней.
е. Замороженные срезы толщиной 20—30 р. собирают в
дестиллированную воду.
По Пиперу (1941), в зависимости от плотности ткани, срезы следует
промывать не более 1—2 час. в 1—2 раза сменяемой дестиллированной воде.
По Пиперу, сроки промывки имеют большое значение для результата. Как7
слишком краткая, так и слишком длительная промывки действуют
неблагоприятно.
а. Импрегнируют срезы в 20-процентном растворе азотнокислого серебра
не меньше 1 часа (поставить в темноту 1).
У нежных препаратов 20-процентный раствор азотнокислого серебра-
вызывает, к сожалению, сморщивание.
д. Переносят в формалин (1 часть формалина и 4 части обычной
воды). См.. также 1795.
Срезы нужно переносить поодиночке и в чашке с формалином
поддерживать в непрерывном движении. Как только появятся белые облачка, срез
переносят во вторую чашку и т. д. до прекращения появления облачков. Подчас
требуется перевести через 4—6 чашек. (Важно, чтобы избежать появления
осадка!) Продолжительность обработки формалином 4—7 мин.
с; Переносят в аммиачный раствор серебра (к 5—10 см3 20-процентного*
раствора азотнокислого серебра прибавляют при непрерывном встряхиваний
по каплям 25-процентный раствор аммиака до тех пор, пока исчезнет
коричневый осадок).
Для проведения реакции наливают часовое стекло 4—5 см3 раствора
и на каждый 1 см3 прибавляют по 1 капле аммиака. Затем наблюдают за
перенесенным из формалина в чашечку срезом при малом увеличении. Если
еще происходит окраска соединительной.ткани и ядер, то следующий срез
следует перенести в аммиачный раствор серебра с несколько большим
содержанием аммиака (например, 3 капли на 2 см3); так поступают до тех пор* пока
не окажутся на бесцветном фоне интенсивно черными одни лишь осевые-
цилиндры в тончайших волокнах. В случае нежных препаратов прибавляюг
аммиака меньше, например 1 или 2 капли на 5 см3 раствора.

426
Глава XXIV
ж. Сразу же переносят на 1 мин. в смесь—8 см3 дестиллированной воды
с 7 см3 аммиака.
з. Быстро промывают в дестиллированной воде, золотят, фиксируют
и т. д.
Пипер после аммиачного раствора серебра сразу переносит в чашечку
-с дестиллированной водой, слабо подкрашенной в желтый цвет несколькими
каплями 1-процентного раствора хлорного золота. Здесь срезы остаются,
пока не приобретут красновато-фиолетовую окраску (3.0—45 мин.). Затем
2 часа промывают в неоднократно сменяемой дестиллированной воде и
т. д.
Этот метод дает превосходные результаты также на мультиполярных
клетках симпатического нерва, на клетках спинальных ганглиев, на
периферических нервных волокнах (см. также 1808).
Если изготовляются желатиновые замороженные срезы (по 471), то после
удаления желатины, в дестиллированной воде при 37°, их помещают, перед
переносом в 20-процентный раствор азотнокислого серебра в воду с формали-
лом (Аккеринга, 1930).
1794. Сцатмари (1936) помещает замороженные и парафиновые срезы
сперва на 24 часа в неразбавленный пиридин. Затем промывает в
дестиллированной воде до полного исчезновения, запаха пиридина. Вслед за этим
проводит материал по методу Грос—Шультце, начиная с импрегнации
азотнокислым серебром по 1793. Предварительная обработка пиридином в значительной
мере подавляет реактивность соединительной ткани. Благодаря этому
приведенное в 1793 точное определение содержания аммиака в растворе серебра
в часовом стекле становится излишним. В этом случае метод удается и на
парафиновых срезах.
1795. Для успеха метода большое значение имеет pH воды, служащей
для разведения формалина в 1793. По Секи (1940), лучшие результаты для
выявления аксонов и их веточек дает -раствор формалина при pH 6,6—6,8;
при более низких pH почернение ослабляется, при более высоких pH чернеют
цитоплазма и ядра. Оптимальные условия достигаются обычно при
разведении дестиллированной водой формалина, нейтрализованного над СаС03
<(см. 257). Секи наблюдал наиболее сильное и лучшее буферное действие при
разведении ненейтрализованного формалина грунтовой водой с pH 7,3
•(pH разведенного раствора формалина 6,6).
1796. Модификация метода Ландау для парафиновых срезов (Моранди,
1940)Фиксируют формалином (лучше всего несколько месяцев). Заливают
в парафин.
М е т о д и к а: а) наклеенные и освобожденные от парафина срезы
переносят для дополнительной фиксации из дестиллированной воды в формалин
1 : 9 на 24 часа; б) быстро споласкивают дестиллированной водой; в)
помещают в чашку Петри и каплями наносят 20-процентный раствор азотнокислого
серебра, 1 час при 35—40°; г) быстро споласкивают дестиллированной водой;
д) каплями наносят на несколько минут раствор аммиачного серебра
(приготовление см. ниже); е) быстро споласкивают дестиллированной водой;
■ж) восстанавливают несколько минут в 1—4-процентном формалине; з)
спиртовый ряд; карбол-ксилол; ксилол; бальзам.
Если импрегнация оказывается слишком сильной, то ее ослабляют
10-процентным раствором йодистого калия; если она слишком слаба, то
после восстановления в формалине снова капают раствор аммиачного
серебра.
Приготовление аммиачного раствора серебра:
в коричневую склянку наливают 1 см3 20-процентного раствора азотнокислого
•серебра и каплями прибавляют как раз столько аммиака, чтобы
образовавшийся вначале осадок снова растворился.

Нервная ткань
427
Модификация метода Бпльшовского по Ремон—
Лермитту: а) кусочки толщиной 2—3 см фиксируют сразу после смерти
в нейтральном формалине (40-процентного формалина 1 часть, воды 4 части,
14—20 дней; при большей продолжительности фиксации переносят в
формалин 1 : 10). Приготовляют замороженные срезы толщиной 15—30 р.
Промывка в дестиллированной воде; б) переносят в 95-градусный спирт, на 100 см3
которого прибавляют 5 капель никотина; в) помещают на 30 мин. в дестил-
лированную воду, затем воду осторожно сливают; г) приливают
20-процентный раствор азотнокислого серебра. Длительность действия при 50° в
зависимости от части мозга (спинной мозг 50 мин., продолговатый мозг 1 час,
кора 1 час и дольше, мозжечек 1,5 часа). Срезы должны стать табачно-корич-
невыми; д) быстро промывают в дестиллированной воде; е) импрегнируют
в аммиачном растворе азотнокислого серебра (приготовление по 1793),
Ъ—10 мин.; ж) быстро промывают в дестиллированной воде; з)
восстанавливают 15 мин. в формалине 1: 4; и) промывают в дестиллированной воде, 10—
20 мин. Срезы должны стать черно-коричневыми; к) золотят в 1-процентном
растворе хлорного золота до появления слабой серо-фиолетовой окраски,
5—10 мин.; затем промывают; л) фиксируют 5 мин. в 3-процентном растворе
гипосульфита; м) промывают; обезвоживают; карбол-ксилол (см. 1868)]
ксилол; бальзам.
МЕТОДЫ PAMOH КАХАЛЯ
1797. Предложенные Рамон Кахалем методы импрегнации нейрофибрилл
применяют преимущественно в форме тотальной импрегнации. Принцип метода
основан на том, что свежевзятые кусочки ткани сразу или после фиксации
спиртом пропитывают раствором азотнокислого серебра, а возникшие при
этом соединения серебра восстанавливают при последующей обработке йиро-
галловой кислотой или гидрохиноном. В удачных случаях эти методы хорошо
выявляют нейрофибриллы.
Недостаток метода состоит в том, что в ймпрегнированном куске
годной для исследования оказывается обычно лишь средняя зона. Дело в том,
что раствор серебра в глубокие слои не проникает, а наружная зона не
может быть исследована вследствие сильного зачернения. Кроме того, часто
наступает сильное сжатие, в связи с чем общая сохранность препарата во
многих случаях оказывается не очень хорошей. В новых модификациях
метода, использующих фиксацию в формалине и импрегнацию на срезах,
эти недостатки устраняются.
Воздействие растворов серебра должно протекать все время в отсутствие
света (коричневые склянки с пришлифованными пробками, обертки из
картона и т. п.). Кусочки ткани не должны быть толще 3 мм.
1798. Метод I. Пригоден для мозга мелких животных, а также
эмбрионов и новорожденных крупных животных. Выявляет пирамидные клетки
большого мозга и клетки-зерна мозжечка.
М е т о д и к .а: а) свежевзятые кусочки помещают непосредственно
в 0,75—3-процентный раствор азотнокислого серебра при 35° на 3—5 дней.
Импрегнируют до появления табачно-коричневой окраски кусочков; б)
споласкивают дестиллированной водой, 1 мин.; в) восстанавливают 24 часа
в смеси пирогалловой кислоты или гидрохинона 1—2 а, нейтрального
формалина 5 см3, дестиллированной воды 100 см3] г) споласкивают в
дестиллированной воде, 5 мин.; д) заливают в целлоидин или в парафин.
Обезвоживать следует по возможности быстро, около 5—6 час.
Для новорожденных и эмбрионов берут 0,75-процентный раствор
азотнокислого серебра, для взрослых млекопитающих—3-процентный, для
беспозвоночных—6-процентный раствор. На 2—3 кусочка употребляют 80—100 см3
раствора.

Глава XXIV
1799. Метод II. Пригоден для мякотных и безмякотных нервных
волокон, нерицеллюлярных разветвлений, больших и средних нервных клеток;
особенно головного мозга, мозжечка и спинного мозга и, кроме того, для
двигательных и чувствительных нервных окончаний (Фатер—Пачини,
Мейснера, Краузе и т. д.) и регенерационных стадий.
Методика: а) фиксируют в 96-градусном или абсолютном спирте,
24 часа; б) разрезают на кусочки толщиной 2,5—3 мм. Импрегнируют их
в 1—1,5-процентном растворе азотнокислого серебра 5—7 дней при 30—35°;
в) споласкивают дестиллированной водой, 1 мин.; г) восстанавливают 24 часа
в смеси: пирогалловой кислоты или гидрохинона 1—2 г, нейтрального
формалина 5 см*, дестиллированной воды 100 см*; д) споласкивают в
дестиллированной воде, 5 мин.; е) наливают в парафин или целлоидин; обезвоживать
следует по возможности быстрее (примерно 5—6 час).
1800. Если импрегнация получилась слишком светлой, то срезы
обрабатывают 5—10 мин. в смеси из роданистого аммония 3 г, серноватистокислого
латрия 3 г, дестиллированной воды 100 см*, 1-процентного раствора
хлорного золота несколько капель.
1801. Если к спирту, используемому для фиксации по 179% прибавить
на 50 см* 1 г веронала, хлоралгидрата и т. п., то для импрегнации в
азотнокислом серебре потребуется всего только 5 дней. Это делает метод более
надежным. При, этом он может быть применен на материале, долгое время
лежавшем в спирте.
1802. Метод III: Особенно пригоден для нейрофибрилл спинного мозга,
чувствительных симпатических ганглиев человека, кошки, собаки, кролика.
М Ъ т о д и к а: а) фиксируют 24 часа в смеси 96-градусного или
абсолютного спирта 50 еле3, аммиака (уд. вес 0,910) 1—12 капель; количество
добавляемого аммиака: для большого мозга 1—3 капли, мозжечка 4, спинного и
продолговатого мозга 8—12, периферических окончаний 2—3. Если аммиака
прибавлено слишком много, то импрегнация получается бледная; сжатие
можно уменьшить, если объект вначале поместить на 6 час. в 70-градусный
спирт, затем на 2—4 часа в 85-градусный спирт и лишь после этого перенести
в аммиачный спирт; б) обсушивают фильтровальной бумагой; в)
импрегнируют и т. д., как в 1799. "
1803. Метод IV. Пригоден для безмякотных волокон центральной
нервной системы, нерицеллюлярных разветвлений, моховидных волокон
мозжечка.
Методика: а) фиксируют в смеси 15 см* формалина с 85 см* воды;
б) промывают в проточной воде, 6—12 час; в) помещают на 24 часа в 50 см*
96-градусного спирта, к которому прибавлено 5 капель аммиака; г)
обсушивают фильтровальной бумагой; д) далее, как в 1799.
1804. Метод V. Дает хорошие результаты на эмбрионах, а у взрослых
прежде всего при изучении нейрофибрилл, нервных окончаний и процесса
регенерации нервов (за исключением первых стадий).
Методика: а) фиксируют 24 часа в 70-процентном пиридине или
в смеси 40 частей пиридина и 30 частей 95-градусного спирта; б) промывают
в проточной воде до потери запаха, 12—24 часа; в) 95-градусный спирт,
6—12 час; г) далее, как в 1799.
1805'. Метод VI: Пригоден для изучения двигательных концевых
пластинок, нерицеллюлярных разветвлений, мозжечка.
Методика: а) фиксируют 24 часа в смеси из хлоралгидрата 5 г,
абсолютного спирта 25 см* и-дестиллированной воды 75 см*; б) споласкивают
дестиллированной водой, 1 мин.; в) помещают на 24 часа в 50 см* абсолютного
спирта с 4 каплями аммиака; г)" промывают 12—24 часа в проточной воде
и 2—5 час в часто сменяемой дестиллированной воде; д) далее, как
в 1799.

Нервная ткань
429
1806. Импрегнация замороженных срезов удается по следующему
методу Кахаля (1926). Метод пригоден для большого мозга, мозжечка,
двигательных концевых пластинок, чувствительного эпителия и т. д.
Методика: а) фиксируют в формалине 1 : 4, 3 дня или дольше;
•б) замороженные срезы толщиной 30—40 ja собирают в формалин; в) после
быстрой промывки в дестиллированной воде (несколько минут) помещают
в смесь из: 2-процентного раствора азотнокислого серебра 12 см3, капель
пиридина 7—10, 97-градусного спирта 5—6 см3. В этой смеси срезы за 4—6 час.
должны стать светлокоричневыми; если этого не происходит, то следует в
течение нескольких минут подогревать над пламенем; г) отдельные срезы на
2—4 сек. погружают в абсолютный спирт; д) восстанавливают 1—3 мин.
в смеси из гидрохинона 0,3 з, дестиллированной воды 70 см3, формалина
20 см3, ацетона 15 см3; е) основательно промывают в воде, золотят и
фиксируют, как обычно; ж) промывают, извлекают на предметное стекло,
обсушивают фильтровальпой бумагой; абсолютный спирт; гвоздичное масло; ксилол;
даммар.
Если этот метод отказывает в отношении мякотных волокон белого
вещества, то перед серебряной ванной замороженные срезы 2 часа
обрабатывают в смеси: абсолютного спирта 10 см3, дестиллированной воды 10 см3,
аммиака 8—10 капель. Затем промывают, помещают в азотнокислое серебро
с пиридином и т.- д.
1807. Коудри фиксирует 2—6 час. в жидкости Коудри, промывает 24 часа
в дестиллированной воде и помещает на 3 дня в 1,5-процентный раствор
азотнокислого серебра при 39° (один раз сменяет); затем споласкивает
дестиллированной водой и восстанавливает в смеси: пирогалловой кислоты 1 г,
формалина 5 еле8, дестиллированной воды 100 см3\ 24 часа в темноте.
Промывает в дестиллированной воде; 96-градусный спирт, 1 час; абсолютный спирт,
2 часа; кедровое масло, 2 часа; парафин (60°), 3 часа; заливка. Толщина
импрегнируемых срезов 3 |х.
Срезы, освобожденные от парафина, помещают из дестиллированной
воды на 2 часа в 0,1-процентный раствор хлорного золота,
нейтрализованного углекислым литием; затем 5 мин. в ^-процентном растворе
гипосульфита и 6 час. в проточной воде.. В случае надобности окраска вещества Ниссля
1-процентным водным раствором толуидинового синего; обезвоживание;
ксилол; бальзам.
МЕТОД СЕРЕБРЕНИЯ О. ШУЛЬТЦЕ О ЕДКИМ ПАТРПЕМ
1808. Этот метод дает превосходные результаты при выявлении гангли-
озных клеток, осевых цилиндров нейрофибрилл и нервных окончаний как
в центральной, так и в периферической нервной системе. Простота и
быстрота метода, отсутствие осадков и возможность применения в нужном
случае и на очень толстых срезах (50 ja) дают ему большие преимущества по
сравнению с другими способами. Другое очень существенное преимущество
метода—возможность наблюдать за ходом восстановления под микроскопом
и точно его регулировать путем смены растворов различной крепости.
Метод основан на установленном О. Шультце факте, что препараты,
фиксированные формалином, значительно лучше импрегнируются
соединениями серебра в том случае, если они предварительно экстрагированы
водой, кислотой или щелочью («удаление шлаков»). Дальнейшая разработка
метода Штёром (младшим) показала, что от «удаления шлаков» кислотой
я нейтральной средой можно отказаться, так как соответственно
приспособленная к объекту обработка едким натрием и раствором серебра
удовлетворяет всем целям. Решающим моментом при этом методе является надлежащий
выбор концентраций отдельных жидкостей, так как для большого мозга,

Глава XXIV
мозжечка, спинного мозга, периферических нервов они различны1. Для
получения хороших результатов требуется во всяком случае несколько пробных
опытов.
Приготовление растворов.
а. 1н. едкий натрий. 4 г (точно 4,01 г) Natrinm bydricum purissimum
е natro (для анализа) помещают в мерную колбу и дополняют дестиллирован-г
ной водой до 100 см*. Из этого нормального раствора непосредственно перед
-уд&ррсблспием-приготовляют соответствующие разведения; для этого
определенное количество раствора, например б еле3, разбавляют хотя бы 50 см*
воды (в приводимой нами ниже табл. 10 в этом случае указывается 6 : 50).
б. 10-процентный раствор азотнокислого серебра. Этот раствор
разбавляют перед употреблением в зависимости от объекта. Использованный
раствор сливать обратно нельзя.
е. Раствор гидрохинона. 2,5 г гидрохинона растворяют в 100 см?
дестиллированной воды и прибавляют 5 см* продажного формалина (основной
раствор). Из него изготовляют растворы, разведенные в 5 и 20 раз. В известных
условиях требуются еще более слабые растворы. Растворы могут сохраняться
около 3 месяцев. Перед употреблением их следует хорошо взболтать.
Проведение обработки.
а. Фиксация. Фиксируют в обычном или нейтральном формалине,
который разбавляют дестиллированной водой в отношении 1:4—10. По Штёру,
объекты не следует оставлять в формалине дольше чем на 6 месяцев, так как
при более длительном хранении получаются ненадежные результаты.
б. Удаление шлаков. Замороженные срезы толщиной 30—40 р. переносят
из дестиллированной воды в разбавленный раствор 1н. едкого натрия4
Степень разведения для отдельных объектов различна (см. табл. 10).
Продолжительность действия при комнатной температуре обычно 24 часа.
Более высокие концентраций едкого натрия употребляют в том случае,
если лужпо выявить лишь осевые цилиндры и фибриллы; при более низких
концентрациях окрашиваются также ядра и глиальные клетки с их
производными.
в. Промывка. Срезы тщательно промывают (2 часа) в большом
количестве дестиллированной воды, которую сменяют не менее 4 раз. По Штёру,
это имеет большое значение для предотвращения осадков (в случав
надобности проверяют воду фенолфталеином, см. 1811 г). При последующем
переносе срезов в раствор азотнокислого серебра не должно появляться
беловатой мути.
г. Серебрение. Срезы помещают на 12—24 часа в 0,5—10-процентный-
раствор азотнокислого серебра, в котором они становятся слегка
коричневыми. Крепость раствора зависит от объекта. Чем крепче раствор, тем больше
подавляется окраска соединительной ткани. Дальнейшие указания см.
в табл. 10.
д. Восстановление. Слегка коричневые <?резы помещают непосредственно
в раствор формалина с гидрохиноном, где восстановление начинается череа
несколько секунд. Срезам дают плавать в часовом стеклышке и под малым
увеличением микроскопа наблюдают за этим процессом, решающим успех
метода. Восстановление нужно прервать, как только осевые цилиндры
сделаются черными, а ганглиозные клетки темнокоричневыми или черными.
Следует, избегать интенсивной коричневой окраски окружающей ткани.
Продолжительность восстановления от нескольких секунд до нескольких:
минут.
Первый срез лучше восстанавливать в растворе, разведенном в 20 раз;,
второй—в разведенном в 5 раз. Можно разводить и сильнее (до 1 : 80 или
1:120). Если восстановление при более точной проверке оказываетсяг
слишком слабым, то срезы переносят обратно в раствор гидрохинона.

Нервная ткань
е. Ополаскивают дестиллированной водой (сменяют 2 раза), затем
переносят прямо в 96-градусный спирт, карбол-ксплол, ксилол, бальзам.
1809. Штёр младший (1921—1922) применял этот метод на различных
отделах центральной и периферической нервной системы; при этом он дал
более точные указания относительно сроков и разведений (табл. 10).
Отдельные числа, как это всегда бывает при методах серебрения, имеют, конечно,
лишь относительное значение.
1810. По Брандту и Каданову, этот метод удается и на препаратах,
залитых в желатину (см. 471). Однако удаление шлаков едким натрием в этом
случае невозможно; вместо этого срезы несколько дней промывают в
дестиллированной воде. Затем заключают в глицерин или желатиновый бальзам
(см. 475\.
Таблица 10
МЕТОДЫ ИМПРЕГНАЦИИ РАЗЛИЧНЫХ ЧАСТЕЙ НЕРВНОЙ СИСТЕМЫ
Объект
Подготовка к импрегнации
Импрегнация
«Удаление шлаков»
Промывка
Серебрение

Восстановление

концентрация
NaOH


жительность,
часы


жительность,
'часы

концентрация
AgN08,%


жительность,
часы

разбавление
основного*
раствора
Большой мозг:
волокна . ;
6: 50
24
1
2
16—24
1 : 20
клетки
0,5: 50
24
1
0,5
16—24
1: 20
Стволовые ганглии
10,0: 50
24
1
10
16—24
1: 20'
Мозжечок
2,0: 50
24
1
0,25-
16—24
1 : 20
Продолговатый мозг, спинной
мозг, свивальные и
симпа1: 20
тические гаиглии .....
10,0: 50
24
1
10
16—24
Глия (с отдельными иервпы-
Сильно
ми элементами)
0,5:50
24
48
0,5
16—24

колеблется
Периферические нервы . . .
10,0: 50
24
1—2
10
24
1:80—120
1811. Модификация метода серебрения с едким натрием по Лобо (1937):
а) фиксируют в формалине 1 : 9 не менее 3 дней; б) замороженные срезы .тол-
щйной 25—30 р. хорошо промывают водой; в) удаляют шлаки 5—8 мин. при
60° в едком натрии, который приготовляют из 4-процентного раствора,
причем на 50 см* дестиллированной воды берут едкого натрия: для нервных
волокон головного мозга, спинного мозга, ганглиев и глаз—10 см*, для нервных
клеток—6см*, для симпатических ганглиозных клеток—5 си*3, для нейроглии—
0,5 см*, для осевых цилиндров—10 см*, для оболочек—5 см* и для нейроке-
ратина—0,5 см*\ г) несколько раз промывают срезы в дестиллированной
воде до тех пор, пока отмывная вода не перестает окрашиваться в розовый
цвет при прибавлении нескольких капель 1-процентного водного раствора
фенолфталеина; д) срезы помещают в следующего состава подогретый до 60°
раствор серебра: 10-процентного раствора азотнокислого серебра 5 см*,
пиридина чистого 25 капель, дестиллированной воды 20 см*, абсолютного
спирта 15 см* (раствор годен в течение 1—2 месяцев), срезы оставляют в этом,
растворе до приобретения каштаново-коричневого цвета; е) восстанавливают
несколько минут в смеси: гидрохинона 1 г, воды 250 см*, формалина 70 см*г
ацетона 40 см*\ ж) промывают, обезвоживают и переводят в бальзам.

432
Глава XXIV
Нейроглию фиксируют в смеси: формалина 110 см3, бромистого
аммония 16 з, дестиллированной воды 500 см3; при этом микроглию фиксируют
2—3 дня, протоплазматическую глию 15—30 дней, волокнистую глию 15—
W дней. Фиксированный таким способом материал можно сохранять в
10-процентном формалине.
- Если требуется золочение, то после восстановления срезы помещают на
5 мин. в 0,2-процентный раствор хлорного эолота. Затем промывают в де-
_Л^лл^г^д»ттттпй л*пдв (1 мин.), фиксируют в 5-процентном растворе
гипосульфита, промывают и т. д.
МЕТОДЫ СЕРЕБРЕНИЯ РАН СОН А, ФОЛЕЯ И БОДИАНА
1812. Метод Рансона (1912): а) фиксируют в 100 см3 абсолютного спирта
с добавлением 1 см3 аммиака, 2 дня; б) промывают в дестиллированной воде,
в зависимости от величины объекта, 0,5—3 мин.; в) пиридин, 24 часа; г)
промывают в часто сменяемой дестиллированной воде, 24 часа; д) импрегнируют
в 2-процентном растворе азотнокислого серебра при 35°, 3 дня в темноте;
е) ополаскивают дестиллированной водой; ж) восстанавливают 1—2 дня
в смеси: пирогаллола 4 г, дестиллированной воды 100 см3, формалина 5 см3.
Заливают в парафин.
1813. Импрегнация блоков по Фолею (1939): а) фиксируют в смеси:
бихромата калия (3-процентного) 49 см3, аммиака (28-процентного) 1 см3, пиридина
(концентрированного) 15 см3, спирта (96-градусного) 50 см3 (фиксацию лучше
всего производить через кровеносную систему после предварительной
промывки сосудов физиологическим раствором поваренной соли; жидкость
заставляют медленно протекать через сосуды в течение 1—2 час; затем
исследуемую часть вырезают и ставят на 48 час. в свежей фиксирующей
жидкости в холодильник); б) кусочки промывают по 1 часу в 50-, 40-, 30-,
20-и 10-градусном спирте; при этом на каждые 85 еле3 спирта прибавляют по
15 см3 пиридина. Промывкой должен быть удален бихромат калия;
10-градусный спирт не должен больше желтеть; в) помещают на 24 часа в чистый
пиридин; г) переводят в воду (можно через промежуточные степени разведения
пиридина); д) промывают в проточной воде (на ночь); е) импрегнируют в
2-процентном растворе азотнокислого серебра, 5—7 дней при 37,5° (на 3-й
день раствор сменяют); ж) быстро споласкивают в дестиллированной воде;
з) восстанавливают 2 дня при комнатной температуре в смеси: пирогаллола
4 г, дестиллированной воды 100 см3, формалина 5 см3; и) обезвоживают
в спиртах (начиная с 10-градусного с повышением каждый раз на 10°, по
30 мин. в каждом спирте); затем через бутиловый спирт и бензол в парафин.
1814. При слишком сильной импрегнации Фолей советует отбелить
разбавленной азотной кислотой по Дункану и Кейзеру (1938).
1815. Для докраски по Фолею освобожденные от парафина срезы:
а) помещают в 0,2-процентный раствор хлорного золота, подкисленный
10 каплями ледяной уксусной кислоты (за процессом докраски следует
следить под микроскопом); б) быстро ополаскивают дестиллироваврвюй водой;
в) фиксируют 5-процентным раствором гипосульфита, 5 мин.; г) хорошо
промывают в проточной воде; д) нуклеальная окраска (см. 1234; .гидролиз в
соляной кислоте 15—30 мин.); е) тщательно промывают в дестиллированной
воде для удаления последних следов сернистой кислоты; ж) протравляют
в 5-процентной фосфорновольфрамовой кислоте, 15—60 мин.; з) окрашивают
•в следующем растворе: светового зеленого 0,5 г, оранжевого G 1,8 г,
дестиллированной воды 92 см3, ледяной уксусной кислоты 8 см3 (для окраски
20 см3 этого основного раствора разбавляют 30 см3 дестиллированной воды;
продолжительность окраски 1—5 час); и) дифференцируют в 95-градусном
спирте; абсолютный спирт, ксилол, бальзам.

Нервная ткань
433
ПК. Импрегнация парафиновых срезов по Бодиану (1937). Фиксацию
ниже [1817).
Техника импрегнации: а) срезы, освобожденные от пара*
фпна, из дестиллированной воды помещают на 12—18 час. при 37° в
1-процентный раствор протаргола, на 100 ель3 которого прибавляют 4—6 г
металлической меди, например медной проволоки (раствор протаргола можно
употреблять лишь 1 раз!); б) ополаскивают дестиллированной водой; в) восстанав-
лпвают в растворе: гидрохинона 1 а, сернистокислого натрия 5 г (или
формалина 5 см3), дестиллированной воды 100см3, 10 мин.; г) промывают не менее
чем в 3 порциях дестиллированной воды; д) золотят в 1-процентном растворе
хлорного во лота, на 100 см3 которого прибавляют 3 капли ледяной
уксусной кислоты до обесцвечивания срезов, обычно 2—5 мин.; е) промывают
в дестиллированной воде; ж) помещают в 1—2-процентную щавелевую
кислоту до появления слабой красноватой или синеватой окраски срезов, обычно
2—5 млн.; з) промывают в дестиллированной воде; и) фиксируют в
5-процентном растворе гипосульфита, 5—10 млн.; к) промывают в дестиллированной
воде, обезвоживают, бальзам.
Если желательна двойная импрегнация, то после первой промывки
срезы переносят во вторую свежую протарголовую ванну со свежей медью
и повторяют всю обработку.
В некоторых случаях можно опустить золочение и заключить в бальзам
после первой промывки.
При работе с целлоидиновыми срезами целлоидин перед
импрегнацией должен быть из них удален. Срезы из старого формалинового материала
перед импрегнацией оставляют на ночь в 5-процентной уксусной кислоте.
Это подавляет прокрашивание коллагеновых волокон.
Рекомендуется докрасна 1-процентным раствором акридинового
красного, азаном по Фолею (см. 1815) и т. п.
1817. Влияние фиксации. Результат метода Бодиана в значительной
степени зависит от способа фиксации. При исследовании того, какая фиксация
является наилучшей для выявления различных нервных элементов и
различных частей центральной нервной системы у разных групп животных
при неизменной технике импрегнации, Бодиан испытал следующие
фиксирующие жидкости.
1. Формалина 10 см3, физиологического раствора поваренной соли
90 см3.
2. Формалина 5 см3, ледяной уксусной кислоты 5 см3, 80-градусного
спирта 90 см3.
3. Формалина 5 CM3t трихлоруксусной кислоты 1—2 г, 80-градусного
спирта 90 см3.
4. Формалина 5 см3, муравьиной кислоты 2—5 см3, 80-градусного спирта
90 см3.
5. Формалина 5 см3, аммиака (уд. вес 0,90) 1 см3, 80-градусного спирта
90 см3.
6. Абсолютного спирта. 95 см3, ледяной уксусной кислоты 5 см3.
7. Абсолютного спирта 100 см3, трихлоруксусной. кислоты 1—2 г.
8. Метилового спирта абсолютного 95 см3, ледяной уксусной кислоты
5 см3..
9. По Анкона: 95-градусного спирта 40 см3, пиридина 20 см3,
хлоралгидрата 2,5 в, дестиллированной воды 40 ом3.
10. По Губеру: 95-градусного спирта 100 см3, трихлоруксусной кислоты
1,5 е, сулемы За.
11. По Фолею (см. 1813).
12. По Карнуа.
13. По Буэну.
28 Б. Ромейс

434
Глава XXIV
Из этих жидкостей наиболее благоприятные результаты дал в общем
раствор 2. В частности, Бодиан рекомендует для эмбрионов млекопитающих
растворы 2, 3, 4 (центральная и периферическая нервная система). Для
взрослых, кора большого мозга—2, 6, 9; пирамидные клетки—в особенности
2; нервные волокна—9; мозжечек—2, 6, 7, 8, 9; лазящие волокна, волокна
корзинчатых клеток—6 и 7; клетки Пуркинье и моховидные окончания—8;
ствол мозга—1, 2, 3; спинной мозг—1, 2, 3, 7; сшшальные ганглии—2, 3,7,11;
_узел чревной ,артерии—2, 3, 10, 12; периферические нервы—2, 3, 10, 11,
а также 1, 7; окончания в мышцах—1, 2; другие периферические окончания—
1, 3; надпочечник—7, 10; гипофиз—1, 2; сетчатка 1. Рыбы—2, 3, а такжо
1, 13; амфибии 1, 5, 9; рептилии—2, 3. Беспозвоночные—2, 3, 12, 13; для
последних особенно рекомендуется двойная импрегнация.
1818. Баксих (1938) рекомендует несколько изменить пропись Бодиана
(см. 1816). Предварительная обработка см. 1829. Импрегнация:
а) препарат помещают в 1-процентный раствор протаргола, в который
одновременно кладут 2 г медной сетки; в результате увеличения поверхности меди
электролитические процессы в серебряной ванне настолько усиливаются,
что препараты при 36 оказываются достаточно импрегнированными уже через
1 час; б) ополаскивают дестиллированной водой; в) восстанавливают в
растворе гидрохинона (см. 1816); срезы, вначале слабо желтоватые, становятся
табачно-коричневыми; восстановление можно считать оконченным, когда
усиление окраски прекращается; г) тщательно промывают в 3 порциях део
тиллированной воды в течение 3—4 мин. (полное удаление гидрохинона очень
важно, однако, с другой стороны, слишком длительное промывание опасно,
так как может привести к удалению восстановленного серебра); д) срезы
покрывают на 5 мин. 1-процентным раствором хлорного золота (3 капли
ледяной уксусной кислоты на 100 см3); е) быстро ополаскивают
дестиллированной водой; ж) восстанавливают в растворе: щавелевой кислоты 2 а,
формалина (40-процеитного) 1 см3, дестиллированной воды 100 см3; срезы
постепенно становятся пурпурными (обычно в течение 5 мин.); восстановление
заканчивают тогда, когда больше не улавливается дальнейшее усиление
тона; з) тщательно промывают в 3 порциях дестиллированной воды (2—3 мин.);
полное удаление щавелевой кислоты и формалина очень важно, ибо в
противном случае появляются осадки; и) фиксируют в 5-процентном гипосульфите,
5 мин.; к) тщательно промывают дестиллированной водой. Спиртовый ряд;
спирт—эфир для удаления целлоидина; ксилол; бальзам.
1819. Для отбеливания недостаточно проимпрегнированных препаратов
Баксих поступает следующим образом. Раствор а: 10 г иода растворяют
в 100 см3 20-процентного раствора йодистого калия. Раствор б: 10 а
цианистого калия (осторожно!) растворяют в 100 см3 дестиллированной воды. Для
приготовления отбеливающей жидкости к нескольким кубическим
сантиметрам раствора а по каплям прибавляют раствор б до обесцвечивания
первого раствора. Отбеливаемый препарат помещают на стеклянные палочки
\ в хорошо закрывающуюся чашку Петри, затем наносят по каплям
отбеливающую жидкость, после чего препарат окрашивается в течение нескольких
минут. Затем промывают в воде и.повторяют импрегнацию.
Весь процесс нужно проводить с большой осторожностью, так как
обесцвечивающая, жидкость выделяет ядовитые пары синильной кислоты.
Выявление мякотных оболочек
1820. Основные методы окраски мякотных оболочек предложены Вёй-
гертом. Впоследствии как сам Вейгерт, так и другие авторы предлагали
многочисленные модификации метода, и по технике окраски мякотных оболочек
постепенно накопилась весьма обширная литература. От полного изложения.

Нервная ткань
435
всех этих методов приходится отказаться, тем более, что очень многие из
них не улучшают результатов. Обычно рекомендуется метод окраски мя-
котных волокон по Вейгерту в модификациях Кульчицкого (см. 1826) или
Кульчицкого — Вольтерса (см. 1827).
1821. Вейгерт при окраске мякотных волокон различает 4 процесса:
1) первичное протравление; 2) вторичное протравление; 3) окраска и 4) дйф-
ференцировка. Предварительная обработка растворами, содержащими хром
и медь, уменьшает растворимость липоидов мякотных оболочек в жидкостях,
применяющихся при заливках. Кроме того, образуются соединения, которые
при последующей обработке гематоксилином дают прочно удерживаемые
красочные лаки, благодаря чему мякотные оболочки выступают интенсивно
окрашенными.
В модификациях метода Вейгерта двойное протравление часто делает
материал очень ломким и потому иногда опускается. Впрочем, можно
наблюдать, что и без хромирования из мозгов, фиксированных формалином и
залитых спустя несколько дней после фиксации в парафин через 96-градусный
и абсолютный спирт и бензол, можно получить превосходные, резкие
препараты мякотных оболочек с помощью обычного железного гематоксилина
Гейденгайна. Для этого приклеенные срезы нужно несколько недель
протравлять в 10-процёнтном растворе железных квасцов (при 30—35°
достаточно 8—14 дней). Несмотря на это, в спорных случаях, так же как и.при
окраске Ниссля, следует, конечно, придерживаться оригинального метода
Вейгерта.
Нужно учитывать, что метод Вейгерта и его модификации окрашивают
мякотные оболочки только нормальных нерйов. Мякотные же оболочки
дегенерирующих нервов выявляются методом Марки (см. 1838 и 1839).
ОРИГИНАЛЬНЫЙ МЕТОД ВЕЙГЕРТА
1822. Вейгерт с течением времени изменял свою первоначальную
пропись. Паула Майер под руководством Эдингера произвела, наконец,
сравнение отдельных методов Вейгерта и нашла лучшим следующий.
а. Фиксируют в 10-процентном формалине.
б. Первое протравление кусочков (не толще 2 см) в протраве Вейгерта
для мякотных оболочек (бихромата калия 5 г, фтористого хрома 2,5 г,
дестиллированной воды 100 см3; после кипячения остудить и фильтровать).
Продолжительность протравления 4—14 дней. Вместо этого можно протравлять
от 14 дней до 6 недель в 5-процентном бихромате калия (менее
рекомендуется). Под конец все белое вещество должно стать коричневым, но не
желтым.
в. Промывают в 70-градусном спирте (в темноте), пока он не перестанет
окрашиваться.
г. Заливают в целлоидин (спирт —целлоидин). Срезы можно делать сразу
или после второго протравления.
д. Второе протравление срезов или кусочка в течение 24—48 час. при 37°
в протраве Вейгерта для глии. Приготовление: при кипячении
растворяют 2,5 г фтористого хрома-в 100 см3 воды. Когда раствор закипит,
пламя гасят, прибавляют 5 см3 ледяной уксусной кислоты и при постоянном
помешивании стеклянной палочкой всыпают 5 г нейтральной
уксуснокислой меди в тонком порошке (вместо фтористого хрома можно взять хромовые
квасцы в том же количестве).
е. Ополаскивают в 70-градусном спирте и окрашивают 24 часа в
железном гематоксилине Вейгерта для окраски мякотных волокон.
Приготовление: раствор а: 4 см3 Liquor ferri sesquichlorati (см. 678), 96 см3
дестиллированной воды; раствор б: 10 см3 10-процентно£о спиртового основного
28*

436
Глава XXIV
раствора гематоксилина, 90 см3 96-градусного спирта. Непосредственно
перед употреблением смешивать равные части растворов а и б.
* . Основной; раствор гематоксилина должен быть, по меньшей мере,
полугодовой давности (созревшим).
ж. Окрашенные срезы ополаскивают в обыкновенной воде и
дифференцируют в смеси: буры 2 а, железосинеродистого калия (красной кровяной
соли) 2,5 а, дестиллированной воды 100 см3 до тех пор, пока белое вещество
—(мякотннпгтголтша) не сделается черным, а серое, напротив, светложелто-
ватым или коричневатым. Продолжительность дифференцировки обычно
15—30 мин.
а. Промывают 24 часа в обычной воде. К воде можно прибавить немного
раствора углекислого лития.
и. Обезвоживание, ксилол, бальзам.
Результат: мякотные волокна окрашены в черный или сине-черный
цвет; серое вещество, светложелтое. Кроме того, в черный цвет могут ократ
шиваться также красные кровяные клетки и нити фибрина.
1823. По Дюрку, при применении железного гематоксилина Вейгерта
окрашиваются ядра, глыбки тигроида, нейрокератин, эластические волокна,
а также своеобразные соединительнотканные волокна, сходные с
телеграфными проводами (волокна Дюрка).
1824. Вместо железного гематоксилина Вейгерт употребляет также
литиевый гематоксилин следующего состава. Раствор а: концентрированного
водного раствора углекислого лития 7 см3, дестиллированной воды 92 см3.
Раствор б: гематоксилина 1 а, абсолютного спирта 10 см3 (зрелого!).
Непосредственно перед употреблением смешивают 9 частей раствора а и 1 часть
раствора б.
МОДИФИКАЦИИ МЕТОДОВ ВЕЙГЕРТА
1825. Метод Кульчицкого. По этому методу окрашиваются в интенсивно
черный цвет даже наиболее топкие мякотные волокна, что не всегда получается
при методах Вейгерта. Шпильмейер (1924) считает этот метод практически
более важным, чем оригинальный метод Вейгерта.
а. Фиксируют в 10-процентном растворе формалина; хромируют 3—6
недель Bf жидкости Мюллера или, лучше, 4—5 дней в нейроглиальной протраве
Вейгерта (см. 1822, д). Спирты возрастающей крепости. Заливка в сцирт—
целлоидин.
б. Срезы окрашивают 12—24 часа в смеси: созревшего (!) 10-процентного
спиртового раствора гематоксилина 10 см3, дестиллированной воды 90 см3,
ледяной уксусной кислоты 2 см3.
в. Непосредственно переносят в смесь: концентрированного водного
раствора углекислого лития 100 см3 и 1-процентного водного раствора
железосинеродистого калия 10 см3.
г. Основательно промывают в обычной воде-
д. Обезвоживание, ксилол, бальзам.
Дифференцировка (пункт в) идет очень медленно; она может длиться
4—12 час. После первых часов следует жидкость для дифференцирования
сменить 1—2 раза. Для получения окраски важно, чтобы материал был
достаточно хромирован. Если этого не произошло, то срезы можно хромировать
Дополнительно, для чего их помещают на 8—14 дней в жидкость Мюллера,
а 8атем перекладывают на 24 часа в 1-процентную хромовую кислоту. Перед
окраской ополаскивают дестиллированной водой.
1826. Метод Паля. При этом методе мякотные волокна приобретают
интенсивную черную окраску, выделяющуюся на совершенно обесцвеченном фоне.
Недостатком метода является быстрое протекание дифференцировки, при
которой .легко происходит обесцвечивание более тонких волокон.

Нервная ткань
437
а. Фиксируют в жидкости Мюллера пли Эрлпха, обезвожпвают спиртом,
заливают в спирт—целлоидин. Срезы сразу помещают в краску или, если они
зеленоватые, а не коричневые, обрабатывают несколько часов в
0,5-процентной хромовой кислоте (или в 2—3-процентном растворе бихромата
калия).
б. Окрашивают 24—48 час. в растворе литиевого гематоксилина Вейгерта
(см. 1824).
в. Основательно промывают в обычной воде и помещают в свежеприготов-?
ленный 0,25-лроцентный раствор перманганата калия на 20—30 сек.
г. Ополаскивают водой и дифференцируют в свежеприготовленном
растворе: 1 а щавелевой кислоты, 1 г сернистокислого калия в 200 см?
дестиллированной воды.
Дифференцировка обычно заканчивается через 0,5—3 мин. При этом
серое вещество обесцвечивается полностью; если оно еще коричневое, то пре^
парат снова переносят в перманганат и т. д. Нужно, однако, следить за тем,
чтобы при этом не нарушалась окраска мякотных оболочек.
д. После окончания дифференцировки необходимо основательно промыть
срез обычной водой. Можно подкрасить квасцовым кармином или по Рётигу
(см. 1830), Обезвоживание, ксилол, бальзам.
1827. Метод Волътерса. Этот метод представляет собой комбинацию
методов Кульчицкого и Паля. В данном случае также происходит полная
откраска фона. По данным Крейтцфельда (1927), при этом методе теряются
мелкие мякотные волокна, в связи с чем он отдает предпочтение методу
Кульчицкого.
Методика. Препарат сперва обрабатывают точно по методу
Кульчицкого (см. 1825, а и б), После окраски уксуснокислым гематоксилином
срезы помещают не в раствор углекислого лития, а в 0,25-процентный раствор
перманганата калия. Дальше обрабатывают по.Палю (см. 1826, еже).
1828. По Вастарини-Крези (1915), целлоидиновая заливка повреждает
мякотные волокна, и при длительном протравлении особенно часто теряют
свои мякотпме оболочки волокна, проходящие изолированно. На
замороженных срезах мякотные оболочки обнаруживаются и на самых
тонких волокнах. Поэтому Вастарини-Крези протравляет формалиновый
материал (после] 24-часовой промывки в воде) в течение 7 дней при 19° в растворе:
5 а бихромата аммония и 2,5 г фтористого хрома в 100 см3 воды {толщина
кусочков 3—4 мм). Промывает в воде и режет на замораживающем микротоме
(толщина срезов 40—50 jx). Второе протравление продолжается 24 часа
при 37° вглиальной протраве Вейгерта (см. 1822, д). Промывает водой,
окрашивает и т. д. (см. 1822).
1829. Метод Баксиха (1937). Метод Вейгерта имеет ряд недостатков:
а) предварительная протрава делает невозможным применение других
основных методов нейрогистологической техники; б) материал становится хрупким
и твердым, так что срезы, особенно серийные, получаются лишь с трудом;
в) процесс окраски длительный и трудоемкий; г) двойная дифференцировка,
дающая наиболее ясные результаты, ненадежна, а на сериях срезов дает
неравномерные результаты. Во избежание этих недостатков, Баксих пред^-
лагает следующий метод.
Предварительная обработка: а) фиксируют в формам
лине 1 : 9; б) промывают 24 часа в проточной воде; в) спиртовый ряд и т. д.,
как при целлоидиновой заливке, вплоть до 2-процентного целлоидина;
затем переносят в хлороформ, который несколько раз сменяют, и через бен*
вол заливают в парафин; г) срезы толщиной 15—20 щ д) срезы обычным
способом приклеивают белком; е) ксилол, 5 мин.; ж) спирт—эфир (1:1),
2—3 мин.; з) обливают 0,5-процентным раствором целлоидина и дают избытку
его стечь; и)^70-градусный спирт; к) дестиллированная вода, 1—2 мин.

438
Глава XXIV
Окраска: а) срезы протравляют в растворе 1 г хромовой кислоты
в 100 см3 дестиллированной воды, с добавлением 1 а хлористого железа
(химически чистого, для анализа); продолжительность протравливания 2 часа
при 36°; б) основательно промывают в дестиллированной воде (2 раза
сменяют), пока срезы не сделаются светложелтыми, 2—3 мин.; в) окрашивают
в свежеприготовленном литиевом гематоксилине, 2 часа при 36°
(приготовление раствора: 10 см3 10-процентного основного раствора
гематоксилина в 95-градусном спирте, 10 см3 насыщенного водного
раствора углекислого лития, 100 см3 дестиллированной воды); г) тщательная
промывка в дестиллированной воде (2 раза сменяемой), 2—3 мин.; д)
промывают в обычной воде с прибавлением нескольких капель
насыщенного раствора углекислого лития до ясного выявления белого
вещества. Дальнейшей дифференцировки обычно не требуется; нервные клетки
выделяются на пурпурно-красном фоне, белое же вещество окрашивается
в темносиний цвет. Во время процесса окрашивания наступает самодиф-
ференцировка: серое вещество сперва окрашивается, а затем, приблизительно
через 0,5 часа, оно бледнеет; одновременно с этим начинает воспринимать
краску белое вещество. Если результат неудовлетворителен, то срез
отбеливают по Палю и после тщательной промывки снова повторяют весь процесс
окраски (можно повторять 2—3 раза); г) спиртовый ряд; спирт—эфир (для
удаления целлоидинового слоя); абсолютный спирт; ксилол; бальзам.
1830. Для докраски препаратов мякотных оболочек, изготовленных
по Вейгерту и Палю или сходным методом, Рётиг рекомендует краситель,
называющийся витальным алым VIII. Приготовляют насыщенный водный
раствор и 10—20 см3 его разбавляют 90 см3 дестиллированной воды. Срезы,
окрашенные по Вейгерту, из воды переносят на 24 часа в раствор
красителя, затем на 15 мин. в водопроводную воду, на 1,5 часа или дольше
(до откраски целлоидина) в 70-градусный спирт, который через 1 час
возобновляют; далее 96-градусный спирт, терпинеол, ксилол, канадский бальзам.
Результат: интенсивная красная окраска г^нглиозных клеток и их
отростков. ^
Если окраска слишком сильная, то можно увеличить срок пребывания
срезов в 70-градусном спирте до 24 час. или же сильнее разбавить раствор
красителя. Окраска неприменима на осмированном материале. При докраске
препаратов по Бильшовскому хорошие результаты дает витальный алый VIII
(Рётиг, 1931). 4 ■
ДРУГИЕ МЕТОДЫ ОКРАСКИ МЯКОТНЫХ ОБОЛОЧЕК
1831. Метод О. Шультце с осмиевой кислотой и гематоксилином (1906).
Этот весьма чувствительный метод дает возможность выявлять мякотные
оболочки на ранних стадиях развития, когда обычными методами их еще нельзя
обнаружить. Последнее зависит от того, что при фиксации бихроматом
калия мякотная оболочка сохраняется лишь частично, так что очень тонкие,
оболочки можно легко проглядеть. Этот метод особенно рекомендуется для
исследования процессов развития и при изучении периферических мякотных
нервов. Недостаток метода состоит в том, что его можно применять только
на очень маленьких кусочках.
Маленькие кусочки, зафиксированные в 1-процентной осмиевой кислоте,
переносят в 1-процентный раствор бихромата калия, который для отмывки
осмиевой кислоты в течение 24 час. сменяют, по крайней мере, 3 раза. Затем
кусочек переносят на 24 часа в 50-градусный спирт (в темноте). Помещают
в созревший 0,5-процентный раствор гематоксилина (на 70-градусном спирте)
на 24—48 час, в зависимости от величины кусочка. Промывают 1—2 дня
в 70-гградусном спирте и т. д. Заливают в парафин или целлоидин. Кусочки

Нервная ткань
439
становятся интенсивно черными (поэтому толщина срезов должна быть менее
5 р). Даже на таких объектах, у которых другие методы не выявляют
мякотных оболочек, этот метод обнаруживает тончайшие мякотные оболочки в виде
тонких колечек. .
Флехсиг (1876) первый заметил, что у эмбрионов и молодых животных:
нервные пути получают мякотные оболочки (становятся мякотно зрелыми)
неодновременно. На этом наблюдении он обосновал метод изучения хода
нервных волокон в центральной нервной системе.
1832. Окраска мякотных оболочек на замороженных срезах по Бенда—
Шпилъмейеру: а) кусочек ткани фиксируют не менее 3 дней в формалине,
затем 1 час промывают в воде; срезы толщиной 25—35 р. переносят на 6 час.
в 2,5-процентный раствор железных квасцов (фиолетовые кристаллы!); при
более длительном действии раствора железных квасцов фон легко становится
коричневым; б) ополаскивают дестиллированной водой, переносят в
70-градусный спирт (не крепче), 10 мин. (срезы нужно энергично шевелить); в)
окрашивают в старом растворе гематоксилина (5 частей раствора гематоксилина
на 10-градусном спирте и 100 частей дестиллированной воды), 1—2—12 час;
г) ополаскивают дестиллированной водой и дифференцируют в указанном
выше., растворе квасцов; в случае надобности дифференцировку можно
несколько-раз прерывать промывкой в дестиллированной воде; д) промывают
в дважды сменяемой дестиллированной воде, затем 1—2 часа в обычной воде;
обезвоживают; ксилол, бальзам.
Результат: мякотные оболочки черные.
Важно работать со старым раствором гематоксилина, который уже много
раз использовался для таких же окрасок, а после употребления
профильтровывался в ту же склянку. Если красящая сила гематоксилинового раствора
еще невелика, то окраску и дифференцировку повторяют 1—2 раза.
Метод Бенда (1903), предложенный им до Шпильмейера, отличается
лишь тем, что промывают только водой, без спирта (см. выше).
1833. Метод, выявления мякотных оболочек на замороженных срезах по
Шредеру (1830). Фиксируют в формалине. Приготовляют замороженные срезы
толщиной 20—30 [х.
Методика: а. Помещают для протравы на 1 день при 37° в смесь
из 2 частей жидкости Мюллера и 1 части протравы для мякотных
оболочек (см. 1822, б). Срезы должны лежать в жидкости
расправленными, без складок.
б. 2 раза быстро ополаскивают дестиллированной водой.
в. Затем сразу же окрашивают раствором гематоксилина при 37° в
течение 12 час. или дольше. Для приготовления раствора берут 3 см3
10-процентного спиртового раствора гематоксилина любой давности на 100 см3
дестиллированной воды и кипятят 5 мин. После охлаждения прибавляют 3 см3
насыщенного раствора углекислого лития; несколько сгустившийся при
кипении раствор снова доливают до 100 см3 дестиллированной водой.
В течение первой четверти часа красящий раствор со срезами следует
покачивать до прекращения образования облачков краски (они хорошо заметны
при освещении снизу). Срезы все время должны быть полностью погружены.
г. Ополаскивают дестиллированной водой, в которой срезы могут лежать
часами или даже оставляют в ней на ночь.
д. Для дифференцировки переносят приблизительно на 30 сек. в
0,25-процентный раствор перманганата калия, дважды ополаскивают
дестиллированной водой, затем помещают на 1 мин. в приготовленную перед самым
употреблением смесь равных частей 1-процентной щавелевой кислоты и
1-процентного раствора сернистокислого калия.
Во время дифференцировки срезы следует слегка пошевеливать. Через
15—30 сек. дифференцирующую жидкость сменяют.

440
Глава XXIV
е. Промывают в сменяемой несколько раз дестиллированной воде. В
случае надобности можно повторить дифференцировку с более короткими
сроками до полного посветления серого вещества.
ж. Помещают на 15 мин. в смесь: 1 см3 насыщенного раствора угле- t
кислого лития и 100 см3 обычной воды.
а. Промывают в многократно сменяемой обычной воде, по возможности,
1 день. Спиртовый ряд; карбол-ксилол; несколько порций ксилола; бальзам.
Для замороженных желатиновых срезов требуется ввиду сильной
подкраски желатины небольшое видоизменение метода. Шрёдер протравляет
срезы в жидкости Мюллера 5 дней, окрашивает гематоксилином 1 день, а
дифференцировку производит в более крепком растворе (перманганат калия
1-процентный, щавелевая кислота и сернистокислый калий 2-процентные). Время
дифференцировки варьирует; следует начинать с 15—30 сек., а затем
повторять. Дифференцируют осторожно, так как при желатиновых срезах имеется
большая опасность передифференцировать. Все остальное, как указано выше.
1834. Окраска мякотных оболочек по Ландау (изложено по Моранди,
1940): а) фиксируют в формалине 1 : 9 не меньше 3, а лучше 4—5 месяцев;
б) промывают несколько часов в проточной воде; в) дополнительно
фиксируют 24 часа в смеси 100 см3 бихромата калия (5-процентного) и 1—2 смг
железных квасцов (15-процентных); г) 70-градусный спирт (сменить3—4 раза),
24 часа; д) 90-градусный и абсолютный спирты, как можно быстрее; е)
возможно быстрая заливка в парафин через хлороформ в качестве промежуточной
среды; ж) срезы толщиной 10—15 |& приклеивают желатиной или белком;
удаляют парафин и из дестиллированной воды переносят на 6—12—25 час.
в 15-процентный раствор железных квасцов; з) быстро ополаскивают
дестиллированной водой; и) окрашивают в 1-процентном водном растворе
гематоксилина, 6—12—24 часа при 30—35°; к) промывают 1 час в проточной воде;
л) дифференцируют в слабом растворе йодистого калия или в разбавленном
растворе буры с железосинеродистым калием (см. 1822, ж), контролируя
под микроскопом; м) промывают дестиллированной водой; спирт; ксилол;
бальзам.
1835. Окраска мякотных оболочек по В. Шультце (1917 6): а)
замороженные срезы, приготовленные из объектов, фиксированных в формалине,
помещают на 0,5—2 часа в 0,2-процентную осмиевую кислоту; б) ополаскивают
в сменяемой несколько раз дестиллированной воде и кладут в
профильтрованный 1-процентный водный раствор парафенилендиамина, лучше всего
приготовленный за несколько дней до употребления. Окрашивают до
полного почернения среза, 15—60 мин.; в) помещают в 0,33-процентный раствор
лерманганата калия, 15—30 сек.; г) споласкивают в воде и дифференцируют
в„ смеси 1-процентной щавелевой кислоты и 1-процентного раствора серни-
стокислого калия (1:1), 0,5—10 мин.; если дифференцировка недостаточна,
то объект еще раз помещают в перманганат калия и дифференцируют снова;
д) промывают в воде и обезвоживают. Ксилол, бальзам.
Окрашиваются все самые тонкие мякотные оболочки (даже на старом
формалиновом материале).
Этот метод дает очень хорошие результаты. Применяющийся парафени-
лендиамин не следует смешивать с диметил-парафенилендиамином.
1836. Окраска мякотных оболочек по Дя Манна (1937): а) фиксируют 3 дня'
в. 10-процентном формалине; б) протравляют в насыщенном растворе
бихромата калия, на 100 см3 которого прибавляют 5 г хлористого цинка, *24 часа
при 56°; в) обычная вода 6 час; г) 70- и 96-градусный спирт по 12 час каждый,
абсолютный спирт, 6 час; д) бензол, 5 час; е) мягкий парафин, 3 часа;;,
ж) твердый парафин с 10% пчелиного, воска, 4 часа; заливка; з) срезы,
освобожденные от парафина, протравляют в аптечном растворе полу торах лори-
стого железа, 1 час; и) промываю^ в- 5-процентном растворе аптечного ползн
\

Нервная ткань
441
торахпористого железа, 5—10 сек. (при этом не должно пристать слишком
много жидкости, так как в противном случае окраска не получается); к)
окрашивают в 1-процентном водном растворе гематоксилина, на 3 см3 которого
прибавляют каплю разбавленного раствора полуторахлористого железа,
1 час; л) промывают несколько часов в обычной воде; м) дифференцируют
в 5-процентном растворе аптечного полуторахлористого железа; н)
промывают 1 час в обычной воде; о) обезвоживают и т. д. Бальзам.
Целлоидиновые срезы достаточно протравлять и окрашивать по 20 мин.,
замороженные—протравлять, окрашивать и промывать по 10 мин.
1837. Окраска мякотных оболочек по Лизону иДанъеллю (1935): а)
фиксируют в нейтральном формалине 1:9 не менее 3 дней (можно употреблять
старый формалиновый материал); б) промывают в дестиллированной воде;
замороженные срезы приготовляют обычно толщиной 30 р.; в) 50- и
70-градусный спирт по 1 мин.; г) окрашивают в свежефильтрованном насыщенном
растворе судана черного В в 70-градусном спирте (см. 1050) от 15 мин. до 15 час
в хорошо закрытой чашке; раствор должен быть не старше 6 месяцев; д)
несколько минут промывают в 50-градусном спирте; е) промывают в
дестиллированной воде; если требуется, можно подкрасить ядра квасцовым
кармином или ядерным прочным красным. Заключают в глицерин—желатину
(см. 806 или 475).
Р езультат: мякотные оболочки интенсивно окрашены в черно-
синий цвет на бесцветном или слегка зеленоватом фоне.
ВЫЯВЛЕНИЕ ДЕГЕНЕРИРУЮЩИХ МЯКОТНЫХ НЕРВНЫХ ВОЛОКОН
1838. Предварительное замечание. Если нервное волокно прервано или
если разрушена относящаяся к нему нервная клетка, то в периферическом
участке развивается вторичная дегенерация, при которой изменяется как
осевой цилиндр, так и мякотная оболочка. В последней уже через несколько
дней начинается превращение миэлина в жир. Этот процесс протекает
одновременно по всей длине периферического участка и через 2-т-З недели
достигает своего максимума. К этому моменту на месте прежнего нервного
волокна остается цепочка жировых капелек. В течение следующего месяца
капельки жира удаляются, а пустое место частично, заполняется
волокнистой глией.
Принцип выявления дегенерирующих нервных волокон по методу Марки
основан на следующем. Если нервную ткань, свежую или фиксированную
формалином, поместить в осмиевую кислоту любой концентрации, то со
временем ткань зачернится полностью. Если ткань предварительно протравить
бихроматом калия, хлорноватокислым калием или иодноватокислым натрием,
то окрашивается лишь миэлин, претерпевший жировое перерождение,
остальная же ткань остается почти не окрашенной. По Вейсшеделю и Юнгу (1939),
это основано на том, что ненасыщенные соединения нормальной нервной
ткани настолько сильно окисляются под действием протравы, что их вос^
станавливающее влияние на осмиевую кислоту погашается. Однако
окисляющее действие названных протрав не настолько сильно, чтобы достаточно
насытить жирные кислоты дегенерирующих мякотных оболочек. Напротив
того, они и после протравления сохраняют способность восстанавливать
Os04 в OsOa; последняя выпадает в виде нерастворимого осадка и чернит
дегенерирующие волокна.
1839. Проведение метода Марки.
а. Фиксация и протравление. В большое количество жидкости Мюллера
кладут на вату "мозги мелких животных целиком, крупных—кусочками
или пластинками. Жидкость в первую неделю сменяют каждые 2 дня, затем
каждую неделю. Продолжительность обработки 3—4 недели.

442
Глава XXIV
При взятии материала и при его фиксации нужно избегать сдавливания,
так как оно может вызвать ложную положительную реакцию Марки. Пред-:
варительная фиксация формалином из-за появления осадков также может
привести к ошибке.
б. Импрегнация. Материал разделяют на пластинки толщиной 1—3 мм\
исследуемые пластинки накладывают друг на друга, а между ними
прокладывают по несколько слоев химически чистой фильтровальной бумаги
ц помещают в широкогорлую склянку с притертой пробкой, наполненную
смесью Марки (2 части жидкости Мюллера, 1 часть 1-процентной осмиевой
кислоты).
На 3—5 пластинок, например, из полушарий мозга кошки употребляют
по 100 см3 жидкости. Как только осмиевая кислота будет абсорбирована
(узнается по исчезновению запаха!), жидкость следует возобновить. Ежеднев^
но по нескольку раз осторожно взбалтывают. Импрегнация может быть
признана достаточной, когда середина пробных кусочков потеряла белый цвет.
Пластинки должвёы быть темными, почти черными. Продолжительность
импрегнации в общем 8—14 дней.
в. Промывают 1—2 дня в проточной воде, затем еще £—3 часа в
дестиллированной воде. т"
г. Быстро заливают в целлоидин. Срезы собирают в 70-градусный спирт
и через 96-градусный спирт, карбол-ксилол и ксилол переводят в бальзам.
Результат: очаги дегенерации сильно зачернены.
Вейсшедель и Юнг различают нормальную и быструю заливку. При
нормальной заливке кусочки толщиной около 2 мм проводят через 70-,
96- и 100-градусный спирты (по 24 часа;'каждый 1 раз сменяют), спирт—эфир
(10 : 12; 12 час.) и помещают на 8 дней в 4-процентный целлоидин. Затем
сгущают целлоидин (прибавляя, если нужно, 8-процентный раствор)
настолько, чтобы он сжимался лишь при сильном надавливании пальцем.
После этого дополнительно уплотняют 6—24 часа в 70-градусном спирте.
Блоки, которые сразу не режут, сохраняют после дополнительного
уплотнения в 4-процентном формалине (через 8 дней сменяют).
О методе быстрой заливки и дальнейших подробностях техники Марки,
а также о преимуществах и недостатках новых модификаций Ле Грос Кларка
(1933), Меттлера (1932), Сванка и Девенпорта (1934, 1935) см. Вейсшедель
и Юнг (1939). .
1840. Ранние стадии дегенерации мякотных оболочек лучше всего
исследовать с помощью поляризационной оптики. В поляризованном свете можно
обнаружить первые дегенеративные изменения мякотных оболочек уже через ;
24 часа после перерезки нервов (Прикетт и Стивене, 1939; Драганеско и Казан-
гиу, 1938; о регенерации см. также Родино, 1939).
1841. Лизон и Даньелль (1935) применяют для так называемой «шарла-
ховой стадии» дегенерации окраску синим BZL. Фиксируют и нарезают
(см. 1837), затем промывают в 50-градусном спирте 3 раза по 1 мин.
Окрашивают 2 часа в растворе синего BZL, насыщенного на
40-градусном спирте (фильтруют, хранят в хорошо закрытом сосуде!). Промывают
в дестиллированной воде. Подкрашивают в квасцовом кармине и т. п.
Заключают, как в 1837. Результат: жировые капли интенсивно окрашены
в голубой цвет. Перекрашивания и осадков бояться не следует.
1842. Для обнаружения первичных дегенеративных изменений в
центральных, а также в периферических мякотных нервах (например, через 20—30 мин.
после действия анэстетика) служит метод, предложенный Донаджо (1939).
1843. Для исследования дегенеративных явлений на осевых цилиндрах
и окончаниях особенно пригоден метод Грос—Шультце (см. 1793). Фиксация
формалином 1 : 9, на 100 см3 которого прибавляют 2—3 капли пиридина;
длительность фиксации не больше 8 дней (Шимерт, 1938). -

Нервная ткань
443
Выявление нейроглии
J844. Методика окраски нейроглии весьма обогатилась благодаря
разработке Рамон Кахалем и его учениками методов импрегнации. Эти методы
не только дали возможность надежнее выявлять известные до этих пор
структурные элементы, но и существенно расширили наши знания о
строении нейроглии. Между прочим, к известным до сих пор типам клеток глии
удалось прибавить особые типы клеток, клетки олигодендроглии и клетки
микроглии, которые могут быть выделены особыми методами (см. 1861 и
1864). Классический метод выявления глиальных волокон Вейгерта с 1921
года превзойден способом, разработанным Голздером (см. 1848), который
дает исключительно красивую окраску волокон, менее капризен, но,
к сожалению, удается большею частью лишь на мозге человека.
Зато как на человеческом, так и на животном материале применим
метод серебрения с таннином Рио-Хортега (см. 1547). Фиброзные и
протоплазматическпе астроцпты выявляются лучше всего методом
импрегнации золотом с сулемой Рамон Кахаля (см. 1849) или углекислым
серебром по Рио-Хортега (см. 1859). Оба метода выявляют также
сосудистые ножки. Для олигодендроглии и микроглии используют прежде,
всего методы Рио-Хортега (см. 1861—1866). Все эти методы лучше
проводить, точно придерживаясь указанных в прописях способов фиксации
и сроков. Однако модификации Глобуса (см. 1867), Пенфильда (см. 1868),
Канцлера (см. 1869) и других делают возможным использование также и
формалинового материала. Амебоидные глиальные клетки видны лучше всего
при методах Альцгеймера (1910). Для выявления в центральной нервной
системе соединительной ткани весьма рекомендуется, между прочим, метод
золочения Бионди (см. 1882) и метод Билыповского в модификации Пердрау
(см. 1883).
Нейроглия в отличие от коллагеновой соединительной ткани
переваривается трипсином (см. 1475—1480).
МЕТОД ВЕЙГЕРТА ДЛЯ ВЫЯВЛЕНИЯ ВОЛОКНИСТОЙ ГЛИИ
И ЕГО МОДИФИКАЦИИ
1845. Метод Вейгерта (1895), см. также Секи (1939).
а.. Фиксация. По возможности свежий материал (пластинки не толще
0,5 см, лучше тоньше) фиксируют в достаточном количестве формалина
(1 : 9, на слое фильтровальной бумаги). Жидкость следует через 1 день
сменить; для фиксации достаточно 4 дней. Зафиксированные таким образом
кусочки могут, без ущерба для окраски нейроглии, годами храниться в
формалине.
б. Протравление. Кусочки, фиксированные в формалине, помещают
в протраву для нейроглии Вейгерта (приготовление см. 1822, д) при 37° на
4—5 дней, при комнатной температуре—дней на 8.
Если желательно окрасить только нейроглию, то лучше всего свежие
пластинки, не толще 0,5 мм, положить на 8 дней сразу в протраву, к которой
прибавлено .10% формалина. Жидкость на второй день нужно сменить. .
в. Заливка. После протравления быстро ополаскивают водой,
обезвоживают спиртом и заливают в целлоидин или, лучше, в парафин; можно
также приготовить замороженные срезы.
г. Восстановление. Срезы не толще 20 р. помещают на 10 мин. в
0,33-процентный раствор перманганата калия, затем быстро промывают, дважды
поливая дестиллированной водой, и переносят в смесь из 10 г хромогена,
10 см3 муравьиной кислоты (уд. вес 1,20! не аптечную!), 100 см3
дестиллированной воды; перед употреблением к 90 см3 смеси (после фильтрации)г

444
Глава XXTV
прибавляют 10 см3 10-процентного раствора сернистокислого натрия. Срезы
дифференцируются уже через несколько минут, однако их лучше оставить
в растворе еще на 1—2 часа. Затем срезы/ пм»5мывают, дважды обливая их
дестиллированной водой.
д. Окраска. 70—80-градусный спирт насыщают при нагревании
метиловым фиолетовым, охлаждают и сливают с образовавшегося осадка[. К 100 см3
раствора прибавляют 5 см3 5-процентного водного раствора щавелевой
кислоты. Этим раствором окрашивают в течение нескольких минут срезы,
расправленные и разглаженные на предметном стекле. Затем дают раствору
стечь и на 30 сек. наливают раствор иода в йодистом калии (насыщенный
раствор иода в 5-процентном растворе йодистого калия).
е. Для дифференцировки на срез, обсушенный гладкой фильтровальной
бумагой, наносят каплями анилиновое масло с ксилолом (1 : 1);по Пёттеру
(1915) и Секи (1939) лучше 1:3.
Если дифференцировка идет слишком быстро, то анилиновое масло
с ксилолом сливают и прерывают дифференцировку погружением в ксилол;
затем опять анилин—ксилол и т. д. (Шпильмейер).
ж. Тщательно смывают анилиновое масло ксилрйом. Канадский бальзам.
При недостаточном удалении анилинового масла препараты быстро
выцветают.
Результат: волокна глии, равно как и ядра клеток, резко окрашены
в синий цвет; цитоплазма и соединительная ткань не окрашены.
Часто бывает выгоднее получить контрастную желтоватую окраску
осевого цилиндра, ганглиозных и эпендимных клеток; в таком случае после
первого восстановления включают следующее второе восстановление, при
котором срезы, после ополаскивания дестиллированной водой, переносят
на 12 час. в тщательно профильтрованный раствор хромогена (5-процентный);
затем снова дважды обливают водой и окрашивают метиловым фиолетовым
(см.. выше) а Хотя при втором восстановлении соединительная ткань также
окрашивается в фиолетово-синий цвет, однако одновременно тон глиальных
волокон становится значительно более интенсивным. Если срезы не могут
быть окрашены сразу после первого восстановления, то их можно хранить
в течение нескольких дней в смеси из 90 см3 80-градусного спирта с 10 см3
5-процентной щавелевой кислоты.
1846. К сожалению,, окраска бывает часто неудачной даже при точном
соблюдении прописи. Кроме того, этот метод дает хорошие результаты,
главным образом, на тканях человека. По Шпильмейеру/ окраску во многих
случаях можно улучшить, если срезы, освобожденные от парафина, перед
первым восстановлением протравить несколько часов в 2,5-процентном
растворе железных квасцов.
Неудачи метода на животном материале основаны, по Секи (1939), на
недостаточной структурной плотности глиальных волокон.
1847. Шпильмейер вместо спиртового раствора метилового фиолетового
Вейгерта с успехом применяет карболовый раствор метилового фиолетового
следующего состава: насыщенного спиртового (на 96-градусном спирте)
раствора метилового фиолетового 5 см3, абсолютного спирта 10 см3,
5-процентной карболовой воды до 100 см3. Он приготовляет один раствор с
метиловым фиолетовым 5 В и второй с метиловым фиолетовым В. Сперва
окрашивает 20 мин. при 37° в закрывающихся пробирках первым раствором, затем
10 мин. вторым; благодаря этому получается слабая красновато-фиолетовая
подкраска цитоплазмы глии. Через 3—4 недели красящая способность
раствора снижается.
1848. Окраска глиальных волокон по Гольцеру (1921). На тканях человека
этот метод надежнее глиальной окраски Вейгерта, и его вполне можно
рекомендовать для выявления волокнистой глии.

Нервная. ткань
445
Предварительная обработка. Фиксируют в формалине
1:10 (не меньше 6 дней) или, лучше, в^пирт—формалине (96-градусный спирт
и формалин 1 : 10, равные части)•^последнем фиксируют не менее 12 дней.
За 2—3 дня до резки переносят в формалин 1:10. Материал не должен лежать
в фиксаторе больше 3 лет. Кроме замороженных срезов, окраска удается и на
парафиновых и спирт—целлоидиновых срезах. Последние для удаления
целлоидина помещают перед окраской часов на 12 в метиловый спирт, Замороженные
срезы перед окраской переносят на 15 мин. (или, лучше, на 12—24 часа)
в 50-градусный спирт.
Окраска: а) срезы собирают в 50-градусный спирт; б) срезы
растягивают на предметном стекле и обсушивают фильтровальной бумагой;
в) 2—3 раза обливают спиртовым раствором фосфорномолибденовой кислоты
(приготовляют из 1 объемной части 0,5-процентного водного раствора
фосфорномолибденовой кислоты и 3 объемных частей 96-градусного спирта);
т) предметное стекло тщательно вытирают тряпочкой вокруг среза, так чтобы
на предметном стекле (даже на нижней его поверхности) не оставалось следов
жидкости; д) к еще влажному срезу прикладывают 2—3 раза фильтровальную
бумагу, пропитанную спиртом с хлороформом (2 см3 абсолютного спирта
и 8 см3 хлороформа), затем его быстро обливают той же жидкостью (следует
избегать подсыхания срезов в результате испарения жидкости); е) если серое
и белое вещество кажутся на вид однородными, то сразу же наносят пипеткой
по капле раствор красителя (1 г кристаллического фиолетового, 2 см3
абсолютного спирта, 8 см3 хлороформа) на 2—5 сек.; раствор наносят в таком
количестве, чтобы он только покрыл срез. Красящий раствор должен храниться
хорошо закрытым. Для его приготовления берут кристаллический
фиолетовый кристаллизованный (химически чистый для фотографических целей).
Если раствор с течением времени сгустится, то прибавляют немного
спирт—хлороформа. При употреблении слишком густого раствора с трудом
удается освободиться от пленок краски; ж) красящий раствор смывают
10-процентным раствором бромистого калия, который наносят на постав-
ленйое наклонно предметное стекло до тех пор, пока полностью не
исчезнут появляющиеся в самом начале зеленоватые с металлическим
блеском пленочки краски и пока препарат не приобретет равномерный
бархатистый черно-синий цвет; в противном случае на готовом препарате
появляются сильно мешающие осадки краски. Наконец, фильтровальной
бумагой очищают стекло вокруг препарата; з) обсушивают, сухой
фильтровальной бумагой; и) дифференцируют в анилиновом масле с
хлороформом (анилинового масла 4 еле3, хлороформа 6 см3 и 1 капля
1-процентного водного раствора уксусной кислоты). Раствор сохраняется недолго;
если он мутнеет, то перед употреблением его следует профильтровать.
Дифференцируют до исчезновения имеющейся вначале молочной мути.
Требующееся для'этого время варьирует от нескольких секунд до нескольких минут.
Как только муть исчезнет, дифференцировку прерывает ксилолом; в
противном случае, тончайшие волоконца обесцвечиваются; к) несколько раз
обливают ксилолов, обсушивают фильтровальной бумагой. Затем ещё раз ксилол
и бальзам.
Результат: волокна глии очень резко окрашены в
черно-фиолетовый цвет. Помимо ядер видна и цитоплазма глиальных клеток, но более
тонкие отростки клеток выступают недостаточно. При этом методе может
подкраситься и соединительная ткань.
Бромистый калий оказывает на интенсивно черный препарат
просветляющее действие, что выявляется, однако, лишь во время дифференцировки
в анилиновом масле с хлороформом.
Если срез приобретает под конец только диффузную синюю окраску,
то .перед заключением в канадский бальзам его просматривают под микро-

446 { Г/лае а XX TV
скопом. В случае надобности срез можно обсушить фильтровальной бумагой
и повторить дифференцировку. При продолжительной дифференцировке
часто удается удалить еще и осадки, однако это требует большой
осторожности, так как одновременно могут дифференцироваться и топкие волокна
глии.
ВЫЯВЛЕНИЕ СТРУКТУР ГЛИИ ИМПРЕГНАЦИЕЙ СОЛЯМИ МЕТАЛЛОВ
Методы импрегнации глии Рамон Кахаля
1849. Метод импрегнации золотом с сулемой Рамон Кахаля (1926).
а. Фиксация. Кусочки ткани не толще 5 мм помещают по возможности
сразу после смерти животных в смесь: нейтрального формалина 15 см8,
дестиллированной воды 85 см3, бромистого аммония 2 г (сокращенно бром—формол).
Для выявления глии серого вещества фиксируют при. комнатной
температуре 2—15, максимум 20 дней. В общем при короткой фиксации лучше
окрашиваются протоплазматические астроциты, при более длительной—
волокнистые астроциты.
б. Срезы, лучше всего толщиной 20—30 р., изготовляют на
замораживающем микротоме и собирают в фиксирующую жидкость.
в. Быстро ополаскивают водой в 2 чашках с дестиллированной водой
(несколько секунд).
г. Импрегнируют в растворе золота с сулемой (приготовление см. ниже),
пока срезы не приобретут интенсивную пурпурно-красную окраску, что
обычно наступает при 18—22° через 4—8 час.
При импрегнации используют плоские стеклянные чашки с крышками,
диаметром 5—6 еле; слой жидкости должен достигать 0,6—1 см. Срезы,
расправленные, без складок, должны лежать на дне поодиночке, не налегая
друг на друга. Чашки ставят в темноту и не двигают. На 4^-7 срезов .площадью
по 3—4 см2 берут 35 см3 раствора.
д. Фиксируют срезы 6—10 мин. в фиксаторе Кахаля: гипосульфита
5 г, дестиллированной воды 70 см3, 95-градусного спирта 30 см3,
концентрированного раствора бисульфита натрия 5 см3. По Пенфильду обычный
5-процентный раствор гипосульфита предпочтительнее.
е. Промывают срезы в 50-градусном спирте. Расправляют на
предметном стекле.
ж. Обсушивают фильтровальной бумагой, капают абсолютный спирт.
з. Оригановое масло; ксилол; бальзам.
Результат: глиальные клетки со своими протоплазматическими
отростками очень ясно выделяются пурпурно-красной окраской на почти
неокрашенном фоне; нервные клетки слабо красноватые, нервные волокна
более или менее неокрашены.
Этот метод удается не только на человеке и млекопитающих, но и на
других позвоночных.
1850. Примечание к 1849.
Приготовление раствора золота с с у л е м о й:
0,5 г кристаллов сулемы превращают в порошок, всыпают в 50 см3
дестиллированной воды и быстро растворяют при нагревании (не кипятить!).
После растворения к еще теплому раствору прибавляют 6 см3 1-процентного
раствора хлорного золота. Остужают и фильтруют. Раствор лучше
приготовлять незадолго до употребления.
Важно пользоваться совершенно чистыми реактивами. Сулему нужно
брать в игольчатых кристаллах. Обычная порошкообразная продажная
сулема непригодна. В качестве хлорного золота употребляют коричневое
хлорное золото, лишенное свободной соляной кислоты (Aurum chloratum.

Нервная ткань 447
crystallisatum fuscum). Желтое хлорное золото (AuCl3: НС1+4Н20) для этого
раствора не годится. Воду лучше дважды дестиллировать (см. 1521,
аппаратура Рихардса).
Для получения удачной импрегнации большое значение имеет
температура. Для импрегнации мозга человека Кахаль рекомендует температуру
18—22°; для мозжечка, продолговатого мозга, спинного мозга 25—28°;
для обонятельных луковиц 35—40° (продолжительность лишь 1 час); для
эпифиза 27—30°, для низших позвоночных (птицы, рептилии, амфибии,
рыбы) 25—35°; для новорожденных млекопитающих 2i4—26°.
Если импрегнация получается зернистой, то это может зависеть от
слишком длительного пребывания в золотой ванне или от слишком высокой
температуры.
1851. Протоплазматическую глию удается выявить только на совершенно
свежем материале лишь между 2-м и самое позднее 20-м днем, так как
формалин постепенно разрушает аурофпльное вещество. Труднее всего
получить импрегнацию в области молекулярного слоя п малых пирамид. Перед
фиксацией рекомендуется не удалять здесь сосудистую оболочку. Мозг
низших позвоночных оказывается достаточно зафиксированным уже через
несколько часов.
Теоретические высказывания о методе импрегнации золотом с сулемой
имеются у Гертнера (1926) и, особенно, у Секи (1940 а).
О проведении метода импрегнации золотом с сулемой на целлоидиновых
срезах см. Штерн (1933).
1852. Модификация, предложенная Глобусом (1927), дает возможность
применить метод импрегнации золотом с сулемой с хорошим результатом
и после обычной формалиновой фиксации при условии, что препараты лежали
в формалине не более 6 недель. По этому методу замороженные срезы
подвергают особой обработке и затем импрегнируют несколько измененным
способом.
Предварительная обработка: а) замороженные срезы
толщиной 15—30 р. быстро промывают в многократно сменяемой воде и затем
помещают на 24 часа при комнатной температуре в 10-процентную
аммиачную воду (чашку закрыть); б) быстро проводят через дважды сменяемую
дестиллированную воду; в) помещают в 10-процентный раствор чистой бро-
мистоводородной кислоты (уд. вес 1,38; около 40-процентной) на 2—4 часа
(при комнатной температуре); г) быстро промывают в 2 чашках
дестиллированной воды с прибавлением нескольких капель аммиака. .
Импрегнация: а) быстро промывают в многократно сменяемой
дестиллированной воде; б) переносят в 30 см3 следующего раствора:
1-процентного раствора хлорного золота (коричневое) 10 см3, кристаллов сулемы
0,5 г, дестиллированной воды 60 см3. Срезы оставляют в растворе до
приобретения ими интенсивной пурпурной окраски, что иногда достигается через
18 час; в) фиксируют 5 мин. в фиксажной ванне Кахаля (см. 1849); г)
50-градусный спирт; затем спиртовый ряд; оригановое масло; ксилол; бальзам.
1853. Пенфильд, используя опыт Кахаля, Глобуса и других, проводит
импрегнацию золотом с сулемой следующим образом: а) отдельные блоки
фиксируют в бром—формоле при 38° в течение 1 дня; б) замороженные срезЬзг
толщиной 15 |а собирают в 1-процентный формалин.
Иногда поступают иначе: а) целый мозг фиксируют в формалине 1 : 9
при комнатной температуре в трчение одной недели; б) замороженные срезы
толщиной 15 ^собирают в дестиллированную воду, на 1 см3 которой
прибавляют по 1 капле аммиака; на ночь оставляют стоять в закрытой чашке; затем
быстро ополаскивают в дестиллированной воде и помещают при 38° на 1 чао
в 10-процентную бромистоводородную кислоту; в) быстро ополаскивают в
2 чашках дестиллированной воды; г) импрегнируют. в растворе золота

448 Глава XXТУ
с сулемой в плоской фарфоровой чашке с крышкой до появления пурпурно-
красной окраски срезов; приготовление раствора см. в.1850, но вместо 0,5а
сулемы 1 г (температура не должна превышать 22°); д) промывают в
дестиллированной воде; е) фиксируют в 5-процентном растворе гипосульфита;
ж) тщательно промывают в нескольких порциях дестиллированной воды;
в) растягивают срезы на предметном стекле; 96-градусный спирт; карбол-
ксилол—креозот (см. 1858)] обсушивают; бальзам.
1854. Метод импрегнации серебром с бром—формолом Рамон Кахаля (1926),
Для выявления макро- и микроглии Кахаль в настоящее время применяет
предложенный им в 1924 г. метод в следующей несколько измененной
форме.
Выявление макроглии: а) маленькие свежевзятые кусочки
фиксируют 2—25 дней (самое большее 1,5 месяца) в смеси: бромистого
аммония 2 а, дестиллированной воды 85 см3, формалина 15 см3; б) замороженные
срезы толщиной 15—25 ц собирают в такую же жидкость; в) если желательно,
чтобы срезы, предназначенные к импрегнации, имели очень интенсивную
окраску, то их помещают на 4 часа или дольше в следующий усилитель:
дестиллированной воды 70 см3, бромистого аммония 3 а, нейтрального
формалина 30 см3. В усилителе держат при комнатной температуре или, лучше,
при 37°. Если нужно выявить только волокнистую глию, то обработку
усилителем пропускают; г) для удаления избытка формалина и бромистого
аммония ополаскивают несколько секунд в-трижды сменяемой дестиллированной
воде. Если усилитель пропускают, то достаточно 1 чашки дестиллированной
воды; д) помещают в смесь: аммиачного серебра (см. ниже) 10 см3,
дестиллированной воды 10—12 см3, пиридина 7—10 капель. Первые 5—10 мин.
срезы оставляют при комнатной температуре, затем их вместе с жидкостью,
находящейся в фарфоровой чашечке, медленно подогревают на пламени до
тех пор, пока они не окрасятся в табачно-коричневый цвет. Нужно избегать,
слишком сильного нагревания, поэтому через каждые несколько секунд
следует убирать пламя. При слабом нагревании или при слишком сильном
извлечении бромистого аммония срезы становятся лишь светложелтыми;
е) быстро проводят через 2 чашки с дестиллированной водой (в общей
сложности не дольше 2—3 сек.!); ж) восстанавливают 2—3 мин. в 5-процентном
нейтральном формалине; з) золотят в 0,2-процентном водном растворе хлорного
золота; 30—60 мин.; после этого 5 мин. фиксируют в 5-процентном растворе
гипосульфита; и) промывают, обсушивают на предметном стекле;
96-градусный спирт, буковый креозот, ксилол, бальзам.
Результат: глиальные волокна и волокнистые образования резко
импрегнйрованы. Кроме того, в зависимости от интенсивности
протравливания и обработки серебром, этим методом можно выявить также глыбки
Ниссля ив любом органе решетчатые волокна и коллагеновую
соединительную ткань.
Раствор окиси серебра Кахаль приготовляет следующим образом. На
20 см3 10-процентного раствора AgN03 добавляет 22 капли 40-процентного
NaOH. После взбалтывания осадок 6—7 раз промывают дестиллированной
водой, затем прибавляют 100 еле8 дестиллированной воды и 4 см3 аммиака (22°
Боме); несколько раз взбалтывают для растворения осадка. (Хранить
в темноте!) По Кахалю, хорошим критерием активности жидкости является
быстрое пожелтение положенных в нее срезов уже при комнатной
температуре.
В основе неудач лежит или недостаточная свежесть взятых для фиксации
кусочков ткани, или же слишком продолжительное пребывание их в
фиксирующей жидкости. Кроме того, неудачи могут быть вызваны использованием
слишком старого, очень истощенного раствора аммиачного серебра или
избытком в нем пиридина. Если импрегнируются только ядра и вещество Ниссля.

Нервная ткань
это означает, что промывка после' аммиачного серебра была слишком
длительной.
1855. Для импрегнации микроглии этот метод в некоторых пунктах
изменяют. До помещения срезов в смесь аммиачного серебра с пиридином
поступают, как в 1854. Бромированные срезы оставляют в растворе при комнатной
температуре на 5—10 мин. до приобретения слабой соломенно-желтой окраски,
затем их подогревают, но лишь слабо. Если они уже на холоду становятся
желто-коричневыми, то нагревания не производят. Промывают в дважды
сменяемой воде, 3—5 сек. Восстанавливают в 5-процентном нейтральном
формалине, 2—3 мин. В золотой ванне выдерживают только 5—10 мин. при
комнатной температуре. При нагревании часто выявляется и волокнистая
глия.
Для выявления протоплазмы микроглии фиксируют в смеси бромистого
аммония с формалином (см. 1854) лишь 12—24 часа, затем переносят в
15-процентный формалин, в котором кусочки ткани могут оставаться месяцами.
После этого формалин быстро отмывают и импрегнируют кусочек в растворе
аммиачного серебра, «который должен быть свободным от аммиака и по
возможности несколько выдержанным». На 20 см3 этого раствора прибавляют
10—13 капель пиридина. Дальнейшее см. в 1854.
1856. Метод импрегнации ураном с формолом по Рамон Кахалю. Кахаль
особенно рекомендовал этот метод для выявления глиосом и липоидных
клеточных включений.
а. Свежевзятые кусочки толщиной не более 3—4 мм фиксируют 24 часа
или, лучше, 48 час. в смеси: азотнокислого урана .1 а, нейтрального
формалина 15 а, воды 85 а.
б. После быстрой промывки кусочки помещают в 1,5-процентный раствор
азотнокислого серебра, в котором их оставляют на 2 или несколько дней
при комнатной температуре,
в. После быстрого ополаскивания в дестиллированной воде (несколько
секунд) для удаления с поверхности кусочка азотнокислого серебра
восстанавливают в следующей ванне: гидрохинона 1 а, формалина 10 см3,
сернистокислого натрия около 0,15 г (небольшое количество, ровно столько,
сколько нужно, чтобы жидкость получила коричневатый тон),
а. Через 24 часа промывка, обезвоживание и заливка в целлоидин.
Если кусочки оставляют в фиксирующей жидкости вместо 24 час. только
на 12 час, то импрегнируется не нейроглия, а аппарат Гольджи. Этот метод
применим ко всем позвоночным; самые лучшие результаты он дает на
молодых млекопитающих (кошка, собака и т. п.). Недостаток метода состоит в том,
что обычно импрегнация наступает лишь в поверхностных слоях кусочка
органа. Ядра и цитоплазма могут быть дополнительно окрашены какими-
либо основными анилиновыми красителями в синий или фиолетовый цвет.
методы рио-хортега для импрегнации Г лии
1857. Предварительное замечание. Для методов Рио-Хортега нужно иметь
ряд стеклянных чашечек: для промывки емкостью 70 см3 и для растворов
емкостью 15 см3. Последние покрываются часовыми стеклышками. Чашечки
следует использовать всегда для одних и тех же растворов (обозначают
едкими чернилами). Если требуется нагревать раствор серебра, то это делают
над микрогорелкой (пли над спиртовкой). Для этого чашечки ставят на
треножник с асбестовой пластинкой. Для успеха метода важно пользоваться самыми
чистыми реактивами. Лучше употреблять препараты для анализа, так же
как и раствор формальдегида (40-процентный). Последний следует
взболтать с углекислым кальцием и сохранять над ним. Все последующие
29 в. Ромейс

450
Глава XXIV
разведения формалина приготовляют путем разбавления этого нейтрального
основного раствора дестиллированной водой1.
Ряд часто употребляющихся жидкостей (96-градусный спирт, карбол-
ксилол—креозот или бензилбензоат—ксилол, ксилол, аммиак, пиридин,
ледяная уксусная кислота) помещают в капельницы. Их ставят в определенной
постоянной последовательности в деревянную колодку. "См. также 1519—
1524. Вода должна быть дважды дестиллированной (см. 1521).
1858. Карбол-ксилол—креозот, используемый для обезвоживания срезов,
состоит из 10 г кристаллов карболовой кислоты, 80 см3 ксилола и 10 см3
букового креозота. Я лично вместо этой смеси, обладающей
въедливым'запахом, употребляю смесь бензилбензоата с карбол-ксилолом, которую
приготовляют из 10 г кристаллов .карболовой кислоты, 80 см3 ксилола и 10 см3
бензилбензоата.
1859. Метод импрегнации углекислым серебром для астроцитов (про-
топлазматическая и волокнистая нейроглия, Рио-Хортега, 1917b; называется
также 4-й модификацией).
а. Блоки толщиной менее 1 см фиксируют при комнатной температуре
в смеси: бромистого аммония 1,5—2 а, формалина 15 см3, дестиллированной
воды 85 см3.
Прибавление бромистого аммония подавляет импрегнацию нервных
элементов паренхимы. Это действие имеет, однако, лишь ограниченную
продолжительность, так что материал следует обрабатывать сразу же.
Выявление протоплазматической глии удается лучше всего в течение первых 8—
14 дней (оптимум после 2—4 дней); через 20 дней наступает прежде всего
импрегнация волокнистой глии (см., однако, также 1867—1872).
* б. Замороженные срезы толщиной 20—25 р. собирают в дестиллирован-
ную воду, к которой прибавляют несколько капель аммиака.
в. Тщательно промывают в 4 порциях дестиллированной воды для
удаления формалина.
г. Импрегнируют в аммиачном растворе углекислого серебра (см. I860),
подогретом до 45—50°, пока срезы не приобретут темного янтарно-коричнеу
вого цвета (обычно через 3—5 мин.).
Чашечку при этом закрывают часовым стеклом и, во избежание
неравномерного прогревания, время от времени слегка покачивают (подогревание,
см. 1857). Появление коричневой окраски раствора серебра указывает на
недостаточную промывку срезов в дестиллированной воде.
д. Быстро промывают в дестиллированной воде, поддерживая срезы
в движении. Если промывка продолжается слишком долго, то окраска
становится бледной.
е. Восстанавливают 1 мин. в 1-процентном формалине (1 часть
нейтрального формалина на 99 частей дестиллированной воды).
ж. Основательно промывают дестиллированной водой.
г. Золотят в 0,2-процентном растворе хлорного золота несколько минут
до появления серой окраски срезов; затем подогревают до 45—50°, пока
срезы не сделаются темнопурпурно-красными.
Для этих целей можно пользоваться более дешевым желтым хлорным
золотом.
и. Фиксируют в 5-процентном растворе гипосульфита до тех пор, пока
срезы не станут гибкими (30—60 сек).
к. Основательно промывают в--ч дестиллированной воде. Растягивают
на предметном стекле.. Обсушивают фильтровальной бумагой. Несколько
1 При восстановлении 1-процентным раствором формалина я чаще получал хорошие
результаты в том случав, когда разбавлял нейтральный формалин не дестиллированной
водой, а обычной.

Нервная ткань
451
раз по каплям наливают 96-градусный спирт. Покрывают карбол-ксилол—
креозотом или бензилбензоат—карбол-ксилолом (2 раза). Покрывают
ксилолом (2 раза). Обсушивают. Бальзам.
Результат: астроциты резко выделяются своими протоплазмати-
ческими и волокнистыми частями на почти неокрашенном фоне.
Для исследования цитоплазмы часто ^удобнее заключать препараты без
золочения (т. е. после пункта ж).
1860. Приготовление раствора углекислого серебра для астроцитов
(по последней прописи Рио-Хортега): к 5 см3 10-процентного раствора
азотнокислого серебра прибавляют 20 см3 насыщенного раствора углекислого
лития*, при этом выпадает объемистый осадок. Затем по каплям
прибавляют аммиак; раствор все время взбалтывают и следят, чтобы аммиака
было прибавлено не больше, чем это требуется для растворения объемистого
о^ш^^ПЬсле растворения осадка доливают водой до 75 см3 и фильтруют
в зюрневую склянку.
1861: Метод импрегнации углекислым серебром для олигодендроглии
по Рио-Хортега (1921b): а) кусочки, толщиной 2—3 мм, фиксируют в бром—
формоле (см. 1859, а) при комнатной температуре в течение 12—48 •* час;
б) тканевые блоки бромируют, помещая на 10 мин. при 45—50° в свежий бром—
формол; в) замороженные срезы толщиной 20—25 [л собирают в
дестиллированную воду; г) промывают в двух чашках с дестиллированной водой; к
первой прибавляют 10 капель аммиака; д) импрегнируют в крепком растворе
углекислого серебра (см. 1862), 1—5 мин. при комнатной температуре.
Наиболее благоприятный срок определяют опытным путем; е) промывают в
дестиллированной воде 15 сек., слегка шевеля срезы; ж) восстанавливают в
1-процентном формалине (срезы погружают, но не дают им больше двигаться)
1 мин. (см. также 1857); з) основательно промывают в дестиллированной
воде; и) золотят в 0,2-процентном растворе хлорного золота при комнатной
температуре до момента посерения срезов; к) фиксируют и т. д. (см. 1859, и).
Результат: олигодендроглии избирательно импрегнирована;
наряду с этим часто импрегнируется и микроглия, астроциты при этом методе
должны быть лишь слабо импрегнированы.
1862. Приготовление так называемого крепкого раствора углекислого
серебра: к 5 см3 10-процентного раствора азотнокислого серебра прибавляют
20 см3 5-процентного раствора углекислого натрия (употребляют безводный
углекислый натрий для анализа). После этого прибавляют по капле ровно
такое количество аммиака, какое требуется для растворения слегка
желтоватого осадка. Затем доливают дестиллированной водой до 45 см3.
При прибавлении аммиака после каждой капли следует выждать
некоторое время, прежде чем решить, нужно ли капать следующую. Маленькие
капли дозируют тонко оттянутой пипеткой. Под конец в случае надобности
можно еще прибавить иэ тонко оттянутой пипетки 1—3 капли раствора азотг
нокислого серебра.
1863. Так называемый «слабый» раствор углекислого серебра
приуготовляют таким же способом, но под конец доливают дестиллированной
водой до 75 см3. i
1864. Метод импрегнации углекислым серебром для микроглии (мезоглия.
клетки Хортега, третий элемент) по Рио-Хортега (1921): а) кусочки толщиной
2—3 мм фиксируют 2—3 дня при комнатной температуре в бром—формоле
(см. 1859, а); б) тканевые блоки бромируют, помещая на 10 мин. в свежий
бром—формол при 45—50°; в) замороженные срезы толщиной 20—25 ja
собирают в дестиллированную воду; г) проводят через 3 чашки с
дестиллированной водой. Во вторую чашку прибавляют для удаления формалина 4—5 ка*
пель аммиака; д) импрегнируют в слабом растворе углекислого серебрл
Рио-Хортега (см. 1863) от 20 сек. до 2 мин. при комнатной температуре. <
29»

542
Глава XXIV
Правильный срок импрегнации имеет большое значение для получения
хороших результатов. Для определения оптимального срока Пенфильд
советует первый срез вынимать и восстанавливать уже через 20 сек., второй—
через 45 сек., а третий—через 2 мин.; е) переносят на 1 мин. в 1гпроцентный
раствор формалина; для того чтобы срезы энергично двигались, сразу же
начинают дуть на поверхность раствора (см. также 1857). Срезы, которые
должны быть бледносерыми, а не коричневатыми, целесообразно проверять
под микроскопом. Клетки микроглии должны иметь вид черных
паукообразных телец. Если окрашиваются и астроциты, то это большей частью
указывает на слишком длительное пребывание среза в растворе серебра;
ж) промывают в дестиллированной воде; з) золотят в 0,2-процентном рас-г
творе хлорного золота при комнатной температуре лишь до появления
серой окраски; если срезы продержать до появления слабого пурпурного
цвета, то окраска окажется слишком сильной; и) фиксируют и т. д. (см. 1859).
Результат: .при удавшейся окраске клетки микроглии темные;
астроциты, клетки олигодендроглии и глиальные волокна, лишь слабо
импрегнированы.
При неудачной окраске срезы помещают на 30 мин. в абсолютный спирт,
затем промывают в дестиллированной воде, снова импрегнируют в растворе
серебра и далее, как указано выше, начиная с пункта д.
1865. Для окраски коллагеновой соединительной ткани при всех этих
методах можно после промывки применить один из обычных способов
(например, тиазиновый красный—пикриновая кислота, пикро-йндиго-кар-
мин и т. п.). • '
Для окраски препаратов, изготовленных по Рио-Хортега, на жир
ДОетд я Шпатц (1924) рекомендуют золотить по возможности слабее. Окраску
шарлахом R производят после фиксации и промывки, приведенных выше
(см. 18649 и).
Можно также присоединить и метод турнбуллевой сини для выявления
железа. Однако во избежание растворения импрегнации серебром, срезы
оставляют в сернистом аммонии только на 5—20 мин.; затем их дважды
промывают в дестиллированной воде, переносят на 5 мин. в раствор красной крот
вяной соли с соляной кислотой и после промывки доводят до бальзама
(см. 1859, к).
1866. Метод Рио-Хортега (1927). Этот метод был предложен для
выявления микроглии, а также макрофагов и ретикулоэндотелиев в различных
органах: а) фиксируют в бром—формоле, 2—8 дней (для макрофагов лучше
в формалине 1 : 9); б) замороженные срезы толщиной 20 ja собирают в дестил-
лированную воду; в) помещают в смесь равных частей пиридина, аммиака
f[ дестиллированной воды (или в 5-процентный раствор кристаллического
сернистокислого натрия) на 10 мин. или дольше; г) промывают в
дестиллированной воде; д) сразу импрегнируют в трех чашечках с неразведенным
раствором углекислого серебра (приготовление см. 1862, но без
дополнительного прибавления воды); в первой 30 сек,, во второй 1 мин., в третьей 1мин.
или дольше в зависимости от температуры; е) промывают в дестиллированной
воде, 10—15 сек., иногда промывка не нужна; ж) восстанавливают в
1-процентном формалине, слегка пошевеливая срезы; в некоторых случаях лучше
не трогать; з) промывают и т. д. (см. 1859).
МОДИФИКАЦИИ МЕТОДОВ РИО-ХОРТЕГА
1867. Модификации Глобуса (1927) дают возможность выявлять микро-
глию и олигодендроглию и на обычном материале, фиксированном в
формалине. Для этого замороженные срезы толщиной 15—30 |х сперва
подвергают предварительной обработке бромистоводородной кислотой "(см. 1852).

Нервная ткань
453
После промывки в аммиачной воде (см. 1852, г) срезы помещают на 5 мин.
в смесь: бромистого аммония 2 г, формалина (40-процентного) 15 г,
дестиллированной воды 100 см3. Быстро ополаскивают дестиллированной водой и
помещают в 1-процентный раствор соды, 5 мин., затем помещают на 20—30 мин.
в раствор углекислого серебра.
Приготовление раствора: к 10 см310-процентного раствора
азотнокислого серебра прибавляют 30 см3 5-процентного раствора
углекислого натрия. Образовавшийся осадок растворяют, прибавляя осторожно по
каплям аммиак, так чтобы избежать при этом его избытка. Затем доливают
дестиллированной водой до 150 см3. Хранят в темной склянке.
Восстанавливают в 1-процентном нейтральном формалине до тех пор, пока срезы не
сделаются серо-желтоватыми. Затем золотят, фиксируют, промывают и.т. д.,
как обычно.
1868. Вторая модификация Пенфильда (1928). Первую модификацию
см. Пенфильд (1924). Эта весьма употребительная модификация может быть
рекомендована для выявления олигодендроглии и микроглии; она дает очень
однородные результаты и удается также после формалиновой фиксации.
Методика: а) фиксируют в бром—формоле или формалине; б)
приготовляют замороженные срезы толщиной 20 р.,; собирают в 1-процентный
формалин или в дестиллированную воду; в) удаляют формалин, помещая.срезы
в дестиллированную воду с 10—15 каплями аммиака. Оставляют стоять на
ночь в прикрытых чашках (в случае недостатка времени часто достаточно
воздействия в течение 1 часа); г) бромируют в смеси: 5 см3 бромистоводоро'д^
ной кислоты (40-процентной) с 95 см3 дестиллированной воды, 1 час при
38°; д) проводят.через 3 чашки с дестиллированной водой; е) помещают на
1 час гВ'5-процентный раствор углекислого натрия (5—6-часовое пребывание
в растворе также не оказывает вреда); ж) затем непосредственно или после
быстрой промывки импрегнируют в слабом растворе углекислого серебра
Рио-Хортега (см. 1863) 3—5 мин. до появления бледносерой или бледнокорич-
невой окраски; з) восстанавливают в 1-процентном формалине, поддерживая
срезы в движении (см. также 1857У, и) промывают в дестиллированной воде
и т. д. (см. 1859).
Если сильно импрегнируется соединительная ткань,.увеличивают
продолжительность фиксации еще на 1^—2 дня. При фиксации формалином часта
получают через 6—8 дней очень хорошие результаты. Замороженные срезы
помещают в 1-процентный формалин.
1869. Модификация по Канцлеру (1929). Способ, разработанный Канцлер .
ром, служит, во-первых, для того, чтобы можно было применить
оригинальный метод Рио-Хортега на материале, который в результате слишком длиг.
тельной фиксации сделался непригодным для импрегнации по оригинальной
прописи; во-вторых, он . дает возможность проводить метод Рио-Хортега
и на обычном формалиновом материале. . . <.
Проведение импрегнации на материале, пере-;
фиксированное в бромистом аммонии с
формалином. Замороженные срезы -ополаскивают 5—6 сёк. в антиформинё
со спиртом (антиформина 3 см3, 96-градусного спирта 8 см3,
дестиллированной воды 2 еле3) и сразу же хорошо промывают в дважды сменяемой
дестиллированной воде. Дальнейшая обработка по оригинальному методу
Рио-Хортега.
Проведение импрегнации на формалинов хГм
материале любой давности.
а. Замороженные срезы переносят для дополнительной фиксации в стек-г
лянную чашечку с* раствором: бром-^-формола и подогревают до появления
паров. Приготовление раствора: бромистого аммония-15 г, формалина^ (40i
процентного; неразведанного) ,100 см3; дестиллированной .воды :400 cM3.r:z\i

454
Глава XXIV
б. Срезы, не ополаскивая, переносят в антиформин со спиртом (см.
выше), где они плавают 5—6 сек.
в. После двукратного ополаскивания в дестиллированной воде срезы
помещают в указанную ниже серебряную ванну, в которой ^резы 8—10 сек.
поддерживают в движении. Приготовление серебряной ванны: к 5 см3
10-процентного раствора азотнокислого серебра приливают 15 см3 10-процентного
раствора углекислого натрия. Образовавшийся осадок растворяют, прибавляя
по каплям ровно (!) етолько аммиака, сколько нужно для растворения.
е. Без ополаскивания сразу же помещают в 2-процентный раствор
формалина, в котором происходит восстановление в течение нескольких секунд.
Срезы промывают в большом количестве дестиллированной воды.
е. Золотят в растворе 1 см3 1-процентного раствора хлорного золота
в 10 см3 дестиллированной .воды; продолжительность золочения 10—20 мин.
ж. Фиксируют около 1 мин. в40 см3 5-процентного раствора
гипосульфита, в котором растворяют еще 1 в сернистокислого натрия.
а. Промывают и т. д. (см. 1859).
1870. Дубрауски (1930) для выявления микроглии на тканях человека
и животном материале поступает следующим образом (по Дубрауски, метод
удается даже на 7—8-часовом секционном материале).
а. Кусочки не толще 3—4 мм фиксируют в смеси: дестиллированной воды
100 см3* 40-процентного формалина 6 см3, NaHCOs 6 г, аммиака
(15—20-процентного) 5 капель. Материал остается годным около 2 недель, оптимум около
4J8 час.
б. Без промывания режут на замораживающем микротоме; срезы
толщиной 25—30 [а собирают в свежую фиксирующую жидкость.
Помещают на 1—5 мин. в дестиллированную воду, на 20 см3 которой
прибавляют 1 каплю 40-процентного NaOH.
г. Проводят через дестиллированную воду (2—3 сек.) и импрегнируют
в аммиачном растворе азотнокислого серебра не больше 15 сек.
Приготовление раствора: к 1 см3 20-процентного раствора азотнокислого
серебра прибавляют 1 каплю 15-процентного раствора аммиака. Осадок,
сперва серо-беловатый, при медленном покачивании сосуда,
восстанавливаясь, собирается в более крупные коричневые глыбки; после этого раствор
доливают дестиллированной водой до 15 см3 и фильтруют. Фильтрат должен
быть совершенно прозрачным.
д. Без промывки переносят в 0,5-процентный свободный от кислоты
формалин, на 20 еле8 которого прибавляют 1 каплю 20-процентного раствора
азотнокислого серебра. Покачивают часовое стекло, пока прецарат не сделается
зеленовато-желтым.
е. Основательно промывают в дестиллированной воде (в течение часа
сменяют 3—4 раза), при желании золотят и фиксируют обычным способом.
Растягивают на предметном стекле, обсушивают; абсолютный спирт; ори-
гановое масло; бальзам.
1871. Другие модификации предложены Кахалем (1925; см. 1855),
Геррера (1932), Перецом (1932), Ридбергом (1932). Модификация,
предложенная Штерном (1932), дает возможность выявлять глию и на
целлоидиновых срезах.
1872. По Секи (1940 а), при методах импрегнации глии по Рио-Хортега
осадок AgBr образуется в пустотах структуры глиальных клеток;
появляющееся в результате восстановления из серебряного раствора серебро
осаждается главным образом в тех же местах. При обработке срезов аммиачной
водой проницаемость полостей более плотных составных частей тканей
снижается благодаря заполнению гидрофильным коллоидом. Секи считает, что
для элективного зачернения серебром глиальных клеток особенно важны
соответствующая структурная плотность клеток и, возможно,бедность их защит-

Нервная ткань
455
ными коллоидами. Восстановительный потенциал глиальных клеток или же
предварительное образование в них осадков солей серебра для этого
необязательны. Зато основой для отложения серебра в момент его появления вполне
могут служить образовавшиеся в клетках осадки серебряных солей (например,
осадки AgBr).
Секи на основании многочисленных опытов нашел растворы и установил
сроки, дающие наиболее хорошие результаты для выявления как олигоден-
дроглии, так и микроглии. Результаты его опытов сведены в табл. 11. Сильное
зачернение тела нервных клеток и маленьких глиальных ядер без выделения
клеток Рио-Хортега чаще всего указывает на слишком короткую обработку
аммиачной водой или же на слишком большое содержание в растворе серебра,
карбоната или, -соответственно, аммиака.
Таблица 11
МЕТОДЫ ВЫЯВЛЕНИЯ ОЛИГОДЕНДРОГЛИИ и микроглии
(по Секи, 1940)
Обработка
Выявляется преимущественно
олигодендроглия
мнкроглия
Фиксация в бром—формоле1) . . .
1—2 дня
2—4 дня
Собирание замороженных срезов .
В бром—формол
В бром—формол
Промывка
10—30 сек.
10—30 сек.
Аммиачная вода2)
30 мин.
10 мин.
Аммиачный раствор серебра . . .
5-5-углекислое
сереб5-10-углекислое
серо8), 7 мин.
ребро4), 15 мин.
Промывка
Опускается
3—5 сек.
Восстановление в формалине . . .
8:92; 2.мин.
12 : 88; 2 мин.
0,2-процентный раствор хлорного
золота ...
Несколько минут
V Несколько минут
Промывка
5 мин.
10 мин.
0,5-процентный раствор
гипосульфита
2 мин.
2 мин.
1) Бромистого аммония 2 г, формалина 18 см* и дестиллированной воды 82 см*.
2) Дестиллированной воды 50 см*, 30-процентного аммиака 2 капли.
») 10-процентного AgNOs 5 см*, 5-процентного NaoCOs (безводного) 5 см*, аммиака (до
растворения осадка) и дестиллированной воды 30 см*.
4) 10-процентного AgNOa 5 см*, 5-процентного ИагСОз (безводного) 10 ем*, аммиака (до раство-
рения^осадка) и дестиллированной воды 25 см*.
1873. Метод импрегнации серебром с фиксацией бромалином
Билыповского для выявления всей нейроглии.
а. По возможности свежевзятый материал фиксируют пластинками
толщиной 0,5—1 см в растворе: бромалина 20—30 г, дестиллированной
воды до 200 см3\ к этому прибавляют 20 см3 формалина, свободного от
кислоты.
Бромалин представляет собой препарат соли брома (гексаметилентетра-
минбромэтилат). Если желательно элективно выделить клеткц Рио-Хортега
и олигодендррглию, то рекомендуется не затягивать фиксацию свыше 36—.
48 час. Более же полную картину элементов глии получают при более
продолжительном воздействии фиксатора. Однако при слишком длительной
фиксации (свыше 3—4 недель) выделению клеток Рио-Хортега и олигодендро-
глии начинает мешать импрегнация нервных элементов.

456 Глава XXIV
б. Режут на замораживающем микротоме блоки, взятые прямо из
фиксирующей жидкости; срезы толщиной 10—20 ji собирают в
фиксирующую жидкость. Лишь перед окраской их очень быстро ополаскивают
в дважды сменяемой дестиллированной воде.
в. Переносят в импрегнирующую жидкость, в которой держат до тех
пор, пока срезы не примут легкого желтоватого тона. Приготовление ймпрег-
нирующей жидкости: 10 см3 10-процентного раствора азотнокислого серебра
смешивают с 5 см3 20-процентного углекислого калия (или натрия; применяют
кристаллические поташ или соду!); в результате образуется желтовато-белый
осадок. Затем прибавляют 2—3 капли свежего, чистого раствора перекиси
натрия (Na202) или 2 капли 20-процентного едкого натрия; это приводит к
появлению коричнево-черного осадка. Осадки углекислого серебра и окиси
серебра перемешивают, энергично взбалтывая в мерном цилиндре. Затем
осадки частично растворяют, прибавляя 12—14 капель аммиака, по
возможности наиболее концентрированного (приблизительно 35-процентного, уд.
вес 0,880). При прибавлении указанного количества аммиака осадок
растворяется неполностью; Остается грязнокоричневый осадок, который
отфильтровывают. Прозрачный бесцветный фильтрат разводят вдвое
дестиллированной водой.
г. Срезы быстро проводят через дестиллированную воду и
восстанавливают в формалине (1 : 9) или же в приведенной ниже восстановительной смеси.
Приготовление восстановительной смеси; смешивают равные части
10-процентного раствора сегцетовой соли и 10-процентного раствора виноградного
сахара; затем на каждые 2 см3 смеси прибавляют 1 каплю чистого формалина.
Способность смеси восстанавливать можно усилить подогреванием.
д. Быстро ополаскивают, затем золотят в разбавленном растворе
хлорного золота и фиксируют в 5-процентном растворе гипосульфита. Промывка;
спиртовый ряд; слабый карбод-ксилол; ксилол; бальзам.
Этот метод имеет еще и то преимущество, что материал, после отмывки
фиксирующей жидкости может быть использован для всевозможных других
окрасок (ядра, жир, мякотные ободочки, нейрофйбриллы).
При втором методе Билыцовского фиксируют в растворах солей брома.
При этом методе материал должен быть обработан уже на 3—6-й день после
помещения в раствор. Тем не менее, методы Глобуса и Канцлера могут быть
применены, к обработанному таким образом материалу.
ВЫЯВЛЕНИЕ ГЛИАЛЬНЫХ СТРУКТУР ПРИ ПОМОЩИ
ОКРАСКИ ГЕМАТОКСИЛИНОМ
1874. Метод Маллори (1901). Метод удается лишь при точном
выполнении прописи фиксации. По новым данным Маллори и Паркера (1937).
лучше всего фиксировать кусочки толщиной 2—4 мм 24 часа в жидкости Цен-
кера. После 24-часовой промывки в проточной воде обычная заливка в
парафин. После удаления парафина срезы помещают на 5—10 мин. в
0,25-процентный раствор перманганата калия, а после промывки в воде на 10—20 мин.
в 5-процентный раствор щавелевой кислоты. После тщательной промывки
в дестиллированной воде срезы окрашивают 12—24 часа в фосфорновольфра-
мовом гематоксилине (см. 685). Результат: волокна нейроглии синие;
соединительная ткань коричневато-красная.
1875. Выявление краевой елии по Гельду (1909).
а. Как можно более свежие тонкие кусочки ткани фиксируют:в.
следующей жидкости: жидкости Мюллера 100 см3, сулемы 3 г, к этому прибавляют
непосредственно перед употреблением ледяной уксусной кислоты 3 см3
и формалина 0,5 см3. Продолжительность фиксации 1—6 дней при 37? (лучше
инъицировать жидкость через сосуда). Заливка в Дёллоидин. -: угч

Нервная ткань
457
б. Целлоидиновые срезы помещают на §5 мин. в раствор 1 а едкого
натрия в 100 см3 80-градусного спирта (растворение целлоидина).
в. Промывают в дестиллированной воде.
г. Несколько минут протравляют в 5-процентном растворе железных:
квасцов.
д. Ополаскивают дестиллированной водой и окрашивают в
молибденовом гематоксилине по Гельду (приготовление см. 686). Для окраски смешивают
несколько капель гематоксилина с дестиллированной водой так, чтобы
получилась еще прозрачная темнофиолотовая красящая жидкость. В этой жидкости
окрашивают при 50°, 12—24 часа.
е. Дифференцируют в 5-процентных железных квасцах до
обесцвечивания коллагеновой соединительной ткани. При известных условиях
дифференцировка продолжается несколько часов. Хорошо промывают
в воде.
ж. Подкрашивают пикриновой кислотой с кислотным фуксином (Ван-
Гизон), 15 сек. (лучше тиазиновый красный—пикриновая кислота).
з. 96-градусный спирт, абсолютный спирт, ксилол, бальзам.
Результат: волокна глии черные; коллагеновая соединительная?
ткань красная.
1876. Бауэр (1941) фиксирует формалином или, лучше, жидкостью Цен-
кера, заливает в парафин или в пиридин—целлоидин (см. 459): а) срезы
протравляют 20 мин. в 5-процентном растворе железных квасцов при 40°; б) быстро
ополаскивают дестиллированной водой; в) окрашивают в молибденовом
гематоксилине Гель да (1 см3 красящего раствора на 10 см3 воды) не меньше 12 час.
при комнатной температуре или при 40°; г) быстро промывают; д)
дифференцируют несколько минут или секунд в растворе железосинеродистого калия?
с бурой (см. 1822, ж), или в железных квасцах, что может длиться часами:
е) длительно промывают в обычной воде или, что лучше, дополнительно*
протравляют несколько часов в 5-процентном растворе фосфата натрия^
(Na2HP04); благодаря эЧому тончайшая протрплазматйческая сеть
приобретает более благоприятный синий тон.
Целлоидиновые срезы для удаления целлоидина перед протравлением'
помещают на короткий срок в щелочной спирт (100 еле8 96-градусного спирта^
Ц 30 капель 0,1 н. NaOH).
ВЫЯВЛЕНИЕ АМЕБОИДНЫХ ГЛИАЛЬНЫХ КЛЕТОК
1877. Выявление амебоидных глиальных клеток и их включений по-
Альгеймеру (1910). Тонкие кусочки ткани фиксируют в глиальной протраве-
Вейгерта с прибавлением формалина (см. 1845) и 8—12 час. промывают в
проточной воде. Замороженные срезы, толщиной 10 [х, помещают на 2 часа
в насыщенный водный раствор фосфорномолибденовой кислоты; затем
промывают в дважды сменяемой дестиллированной воде и 1 час окрашивают в
растворе метилового синего—эозина по Манну (1-процентного водного раствора
метилового синего 35 см3, 1-процентного водного раствора эозина 45 см3'
и дестиллированной воды 100 еле3). Быстро промывают в дестиллированной
воде, дифференцируют недолго в 96-градусном спирте и через абсолютный
спирт, и ксилол переносят в бальзам. Результат: глиальные волокна
темносиние; амебоидные глиальные клетки и осевые цилинДры синие;,
мякотные оболочки и эритроциты красные; волокна соединительной ткани7
синие.
1878. Если препараты длительное время (несколько месяцев) фиксировать-
в протраве Вейгерта; то получается также очень хорошая картина ядерны*
структур. Особенно резко выделяются при этом ядрышки, окрашенные-
в красный цвет. Этого-не • наблюдается, если фиксация в глиальной.

458
Fлсква XXIV
протраве была лишь кратковременной или производилась дополнительно,
после предшествующей фиксации формалином (Шпатц, 1918).
Тонкие замороженные срезы сильно сжимаются при переносе в фосфор-
яомолибденовую кислоту. Во избежание этого срезы сначала помещают на
очень короткий срок в сильно разбавленную фосфорномолибденовую кислоту
{Шпатц, личное сообщение).
1879. При втором методе Альцгеймера замороженные срезы из материала,
предварительно обработанного тем же способом, помещают на 2 мин. !в
подкисленную дестиллированную воду (на 100 еле3 во^ы добавляют 10 капель
ледяной уксусной кислоты), а из нее на 2 мин. непосредственно в старый
гематоксилин Маллори (см. 685); последний перед окраской каплями
прибавляют к дестиллированной воде в таком количестве, чтобы находящаяся
в чашечке красящая жидкость сделалась бы непрозрачной. После окраски
быстрая промывка в дестиллированной воде; обезвоживание; ксилол;
•бальзам.
Для выявления на парафиновых срезах амебоидных глиальных клеток
при помощи кислотного фуксина—светового зеленого (см. 1758) весьма
рекомендуется метод Альцгеймера.
ВЫЯВЛЕНИЕ СТАРЧЕСКИХ ДРУЗ
1880. Для выявления старческих друз Браунмюль (1929) предложил
•быстрый и надежный метод, который можно применять для импрегнации
ретикулярной ткани: а) фиксируют в формалине не меньше 8 дней, блок
-5 мин. промывают в воде; б) приготовляют замороженные срезы толщиной
10—20 р.; в) собирают их в дестиллированную воду, которую 1 раз сменяют,
5 мин.; г) 20-процентный раствор азотнокислого серебра при 50—60° на 30 мин.
•(срезы погружают целиком!); д) на короткий срок помещают в 80 еле8
дестиллированной воды с 16 каплями аммиака. (Чашку закрыть! При помутнении
раствор возобновить!); продолжительность варьирует в зависимости от
материала; большей частью достаточно 3—7 сек.; е) быстро проводят через
дестиллированную воду; ж) нейтральный формалин 20 еле3, обычная вода 80 еле8,
1—3 сек.; з) переводят обратно в дестиллированную воду с аммиаком на 1—
-3 сек., затем снова в формалин на 5 мин. (в случае надобности повторить!);
и) дестиллированная вода, 5 мин., затем 1-процентный раствор хлорного
-золота 6 капель, дестиллированной воды 25 еле8 (продолжительность в
зависимости от толщины среза различна); к) 5-процентный раствор гипосульфита,
15—30 сек. Промывка и т. д.
Наиболее важно правильно определить время извлечения среза из
дестиллированной воды с аммиаком. Если срез в чистой дестиллированной воде
становится только желтым или светлокоричневым, то значит он слишком долго
находился в аммиачной воде. Во избежание пятнистости препарата нужно
следить за тем, чтобы во время проводки срезов через растворы на них по
возможности не было складок.
Выявление соединительной ткани в центральной нервной системе
1881. Соединительную ткань, сопровождающую сосуды, можно
окрашивать любым методом, употребляющимся для окраски соединительной ткани
вообще. Кроме того, очень красивые и ясные результаты дает метод
золочения, предложенный Бионди; он может быть проведен и на замороженных
-срезах формалинового материала. Превосходные результаты получают при
окраске давно известным методом Билыповского для соединительной ткани
(см. 1525) или модификацией Пердрау (см. 1883), которая особенно
пригодна для центральной нервной системы (см. 1883).

Нервная ткань
459
1882. Импрегнация соединительной ткани золотом по Бионди.
а. Фиксируют в формалине 1 : 10.
б. Замороженные срезы, толщиной 25—30 ji, собирают в
профильтрованный насыщенный раствор перманганата калия (при комнатной
температуре в 100 г дестиллированной воды растворяются 8—9 а).
Срезы в растворе перманганата калия делаются такими хрупкими, что
обычный перенос с помощью стеклянной палочки становится
невозможным. Поэтому замороженный срез вылавливают из воды на полоску
фильтровальной бумаги и уже вместе с ней переносят в раствор перманганата;
через 10 мин. их таким же способом перекладывают обратно в
дестиллированную воду, в которой срезы быстро принимают свою обычную
консистенцию.
в. На очень короткий срок перецосят в дестиллированную воду.
г. Срезы помещают в смесь сернистокислого калия и щавелевой кислоты
до их обесцвечивания.
Для приготовления смеси Бионди непосредственно перед
употреблением соединяют и взбалтывают равные количества насыщенных водных
растворов сернистокислого калия и щавелевой кислоты. При этом, естественно,
происходит частичное высаливание щавелевой кислоты (так называемый
осадок!), которая удаляется фильтрацией; поэтому употребление
насыщенного раствора кажется излишним. Если вместо насыщенных брать 1-про7
центные растворы, то смесь остается прозрачной. В 100 см3
дестиллированной воды при 20° растворяется 13,9 а щавелевой кислоты.
д. Быстро промывают в 2 чашках дестиллированной воды.
е. Золотят в смеси: 1-процентного раствора хлорного золота 2 см3,
5-процентного раствора сулемы 2 см3, дестиллированной воды 10 см3.
ClpoK действия 20 час. в темноте.
Растворы соединяют лишь перед самым употреблением. Указанцые
количества достаточны, самое большее, для 4 срезов.
ж. Основательно промывают в многократно сменяемой
дестиллированной воде. Спиртовый ряд, ксилол, бальзам.
Результат: соединительнотканные волокна, очень резко импрег-
нированные, интенсивно черного цвета на фиолетовом фоне.
1883. Модификация метода окраски соединительной ткани Билыиов-
ского по Пердрау: а) фиксируют формалином; перед резкой на
замораживающем микротоме промывают 12—24 часа в проточной воде (целлоидиновые
или парафиновые срезы помещают на ночь в дестиллированную воду); б)
срезы толщиной 15—20 р. помещают в 0,25-процентный раствор перманганата
калия на 20—30 мин.; в) после ополаскивания дестиллированной водой
переносят в раствор 1 а щавелевой кислоты и 1 а сернистокислого натрия в 100 см3
дестиллированной воды до побеления срезов; г) промывают в
дестиллированной воде (несколько раз сменяют), 3—4 часа; д) на ночь помещают в
2-процентный раствор азотнокислого серебра; е) быстро ополаскивают
дестиллированной водой; ж) аммиачный раствор азотнокислого серебра .(см. ниже),
40—60 мин.; з) быстро ополаскивают дестиллированной водой (обычно 5—
10—20 сек.); и) восстанавливают в формалине (1 :4, обычная вода), 10 мин.;
к) промывают, золотят, фиксируют, промывают и обрабатывают дальше
(см. 1525).
Приготовление раствора, несмотря на некоторые количественные
отличия, в принципе производят, как указано выше (см. 1527). Так как эти
отличия, как показали новые исследования, могут иметь значение для
результата, то следует вкратце привести пропись: 5 см3 20-процентного раствора
азотнокислого серебра смешивают с 2 каплями 40-процентного едкого натрия,
затем по капле прибавляют аммиак как раз до растворения осадка,
дополняют дестиллированной водой до 25 или 50 см3.

460
Глава XXIV
ПЕРИФЕРИЧЕСКАЯ НЕРВНАЯ СИСТЕМА
Исследование в живом й свежем состоянии; методы изоляции
1884. Как показал Гирт (1939), очень красивые картины безмякотных
нервных волокон дают прижизненные наблюдения с помощью люминисцент-
ной микроскопии. Для этой цели живым животным (лягушке, мыши, крысе)
инъицируют внутрибрюшинно трипофлавин (разведение 1:100—5000).
Через 15—30 мин. исследуемый орган обнажают при уретановом наркозе
и после отмывания еще не резорбировавшегося красителя раствором Рингера
(для теплокровных—подогретым) укрепляют на особом предметном столике.
Наблюдения ведутся с помощью люминисцентного микроскопа Цейсса
для прижизненных наблюдений с применением водной иммерсии, омываемой
раствором Рингера. Результат: ядра яркозеленые, гранулы тучных
клеток большей частью красные, ядра шванновских клеток преимущественно
светложелтые, безмякотные нервные волокна красные. Последние
представляются частью гомогенными, частью обнаруживают светящиеся красным
капельки. В отличие от безмякотных нервных волокон, Гирт не нашел в
осевых цилиндрах мякотных волокон красной флуоресценции- Они кажутся
темными или слабозелеными, тогда как мякотные оболочки флуоресцируют
светлозеленым светом. В цитоплазме шванновских клеток часто наблкк
даются мельчайшие красные зернышки. ~
1885. Для наблюдения мякотных нервов в свежем состоянии от только
что убитого живртного берут маленький кусочек периферического нерва
(например, седалищный нерв мыши), тщательно избегая при этом
надавливания или натягивания. Кусочек быстро переносят на сухое предметное стекло
и, не прибавляя жидкости, двумя препаровальными иглами растягивают в
течение нескольких секунд в тонкую беловатую пленрчку. Для этого одной иглой
придерживают конец взятого нерва, острием же другой иглы проводят вдоль
по нерву, разрывая соединительнотканные оболочки. Это значительно
облегчает распластывание нерва. Затем на препарат наносят 1—2 капли 0,5-прсн
центной осмиевой кислоты и накладывают покровное стекло. При таком
способе миэлиновые оболочки сохраняют гладкие контуры и не сморщиваются;
при прибавлении же физиологического раствора поваренной соли* как это
часто делают, сейчас же наступает сильное изменение формы. Поэтому
следует избегать также и предварительного погружения нерва н
физиологический раствор поваренной соли, тем более, что это лишает возможности
легко и без труда расщеплять нерв.
Если препарат желательно законсервировать, то покровное стекло через
15—20 мин. снимают, отмывают осмиевую кислоту, капая на препарат
дестиллированную воду, и заключают ее в глицерин—желатину.
При прибавлении к свежему, нефиксированному препарату
дестиллированной воды в мякотных оболочках быстро наступают характерные
изменения. Перехваты Ранвье и насечки Лантермана исчезают, а внутри
мякотных оболочек появляются своеобразные коагуляты. На свободных концах
мякотное вещество вытекает и свертывается в типичные по виду- миэлиновьке
капли. Последние встречаются в большом количестве и на расщепленных
препаратах белого вещества центральной нервной системы.
1886. Такую же технику можно применить для исследования
безмякотных и патологически изменённых нервов. В качестве объекта для
исследования безмякотных нервов рекомендуются нервы селезенки крупных
млекопитающих, шейный симпатический нерв или блуждающий нерв кролиКач
С£еди беамякотных волокон обыкйовенно находят также отдельные мякотные.
->> - "1887УНаличие или отсутствие мякоти в овежем нервном волокне проще
и надежнее всего устанавливают при помощи исследования в поляризованном

Нервная ткань
461
свете (Амбррнн и Гельд, 1896; Кисе и Мигалик, 1930). Если свежерасщеп-
ленное и находящееся в физиологическом растворе поваренной соли
нервное волокно установить при скрещенных николях так, чтобы его ось стояла
параллельно длинной оси эллипса упругости гипсовой пластинки, то волокно
при полностью развитой мякотной оболочке кажется желтовато-белым; при
не вполне развитой миэлиновой оболочке—красновато-оранжевым, т. е.
окрашенным в субтрактивный цвет; безмякотные же волокна обнаруживают
дополнительный цвет (фиолетовый, индиго).
1888. Для наблюдения на свежем препарате грубых концевых
разветвлений нерва берут маленький кусочек какой-нибудь короткой мышцы
(например, глазные или межкостные мышцы) и на предметном стекле
осторожно расщепляют его препаровальными иглами продольно на отдельные
волокна; затем прибавляют 1-процентной уксусной кислоты, накрывают
покровным стеклом и окантовывают воском. Через несколько часов нервные
волокна выступают отчетливо. В таком виде препарат может, сохраняться
в течение некоторого времени.
1889. Для изоляции осевых цилиндров мякотных нервных волокон
свежив тонкие нервы помещают на 5—8 дней в ОД-процентную хромовую
кислоту, в 0,2-процентный раствор бихромата калия или в древесный уксус
(при желании с последующей окраской сафранином). После такой обработки
при расщеплении часто удается удалить затвердевшую мякотную оболочку
и обнажить осевой цилиндр.
Выявление мякотных нервов на фиксированных препаратах
1890. При извлечении и фиксации периферических нервов следует
избегать всякого натяжения и сдавливания. Во избежание механического
повреждения нерва тщательно отпрепаровывают его, не прикасаясь к самому
нерву, подсовывают под него кусочек фильтровальной^бумаги
соответственной величины и обрезают сверху и снизу. После этого полоску
фильтровальной бумаги пускают плавать на поверхности фиксирующей жидкости нервом
книзу. Более крупные нервы после их обнажения привязывают к
деревянной или стеклянной палочке, упругой щетинке и т. п. и затем помещают
в фиксирующую жидкость.
1891. Выявление мякотных оболочек осмированием. Для выявления
мякотных оболочек тонкий нерв, например седалищный' нерв лягушки,
привязывают in situ нитками к подложенной под него спичке, вырезают и
помещают на 24 часа в 0,5-процентную осмиевую кислоту. После этого
промывают около 0,5 часа в дестиллированной воде, переносят на 2 часа в
глицериновую воду и на тот же срок в глицерин; затем на предметном стекле
расщепляют на волокна. Для использования годен только несдавленный
участок, лежащий между лигатурами. Под конец заключают в глицерин или
желатиновый 'бальзам. Результат: миэлин черный, осевой цилиндр
светложелтоватый; ядра, как и нейрилемма (шванновская оболочка), видны
отчетливо; отчетливо выступают также перехваты Ранвье.
1892. Чтобы обнаружить расположение и распределение мякотных
нервов, например в скелетных мышцах, Цёбиш (1934) у лягушки сперва удаляет
кровь; для этого он промывает сосудистую систему со стороны сердца
физиологическим раствором поваренной соли. Затем через большую аорту инъици-
рует 10—20 см3 2-процентного раствора уксусной кислоты, а через 2—3 мин.
5—7 см3 0,5-процентного раствора осмиевой кислоты. Выжидает, пока
нервы не окрасятся в интенсивно черный цвет, после чего отпрепаровывает
отдельные мышцы4 и снова помещает нервы в 0,5-процентную осмиевую
кислоту до появления легкой светлокоричневой окраски. Затем переносит
на 10 мин. в 1-процентную уксусную кислоту; заключает в глицерин,

462
Глава XX W
к которому для повышения показателя преломления прибавляет до
насыщения хлоралгидрат. Просветленные кусочки, слегка сдавленные
турникетом, исследуют под бинокулярным микроскопом.
1893. Выявление крестов Ранвье. Не очень толстые мякотные
периферические нервы привязывают (см. 1891), помещают на 24 часа в 1-процентный
раствор азотнокислого серебра, короткое время промывают в
дестиллированной воде и переносят в спирт. Затем приготовляют расщепленный
препарат или заливают в парафин и изготовляют продольные срезы. Свежие
расщепленные и обработанные препараты (см. 1885) помещают сразу в
раствор азотнокислого серебра.
Реакция с серебром, дающая кресты Ранвье, протекает следующим
образом: присутствующие в тканях хлориды соединяются с проникающим в нервы
азотнокислым серебром в хлористое серебро, из которого при действии света
образуются зародыши фотохлоридов. На них осаждается металлической
серебро, которое получается под влиянием света из азотнокислого серебра,
распадающегося при контакте с органическим веществом (Корренс, 1939).
Линии Фромана, появляющиеся в осевом цилиндре по соседству с
крестами Ранвье, следует рассматривать как артефакты типа колец Лизеганга.
1894. Для получения постоянных препаратов, на которых насечки
Шмидта—Лантермана сохраняют свойственную им форму, Санномия (1927)
фиксирует кусочки нерва 24—36 час. в смеси равных частей 20-процентного"
раствора формалина и 1-процентной осмиевой кислоты.
По Бито (1926), насечки представляют собой характерные структуры
мякотных периферических нервных волокон, которые существуют
прижизненно и служат для питания нервных волокон. Они заполнены не липоидом,
а белком, оказывающим сильное окислительное действие. Набухание
вещества, заполняющего насечки, при действии растворов формалина в
концентрациях 0,4—9%, усиливается по мере увеличения концентрации
формалина. Прибавление 1,1% поваренной соли полностью подавляет это
влияние формалина, даже при действующем максимально 9-процентном растворе.
В более крепких растворах формалина набухание снова уменьшается, а в
20-процентном растворе и вовсе исчезает.
Следующие реактивы вызывают набухание вещества, находящегося
в насечках, в возрастающей степени: едкий натрий, едкий калий, соляная
кислота, азотная кислота, уксусная кислота, муравьиная кислота
(максимальное действие). На заключенных препаратах насечки в форме
воронок или рыбьих плавников представляют собой результат последействия
спирта. -
1895. Нейрокератин. Эвальд и Кюне назвали нейрокёратином
тонкоячеистый остов, который обычно появляется в мякотной оболочке после
фиксации в абсолютном спирте и т. п. Для его выявления растянутый (см. 1891)
нерв фиксируют в жидкости Карнуа и окрашивают хорошо
ориентированные продольные срезы железным гематоксилином. Штэр (1928)
рассматривает нейрокератин как артефакт.
1896. Мякотные оболочки периферических нервов окрашивают такими же
методами, как и оболочки в центральной нервной системе (см. 1820—1843).
Чаще всего применяют метод Бенда—Шпильмейера (см. 1832).
После некоторых фиксаторов, таких, как сулема и бихромат калия, на
поперечных срезах нервных волокон появляется отчетливо различимая
тонкая радиальная исчерченность мякотной оболочки, пронизывающая всю
ее толщу. Ее считают артефактом (Штэр, 1928).
1897. Мякотные оболочки периферических нервов очень резко
выявляются с помощью плазмальной реакции, при которой они интенсивно окра-'
питаются в фиолетовый цвет, тогда "как соединительная ткань остается при
этом совершенно бесцветной. Реакция проводится обычным способом на замо-

Нервная ткань
463
решенных срезах толщиной 10—30 р. после 8—24-часовой фиксации в сулеме
с уксусной кислотой.
Плазмаль содержится не только в мякотных оболочках, но и в осевых
цилиндрах, где его, однако, в общем меньше. В волокнах спинномозговых
нервов плазмаль распределен как равномерно, так и в форме глыбок, в
волокнах головных й автономных нервов—только равномерно. Симпатические ган-
глиозные клетки также содержат плазмаль (Валльрафф, 1942).
1898. Метахроматическая окраска мякотных оболочек по Фейртеру
(1935, 1942).
а. Фиксируют в формалине (1 : 9) 24 часа или дольше или же в смеси
Орта. Этот метод предполагает фиксацию формалином или смесями,
содержащими формалин. На нефиксированной. ткани типичная красочная
реакция не наступает. Хромотропия же слизи, основного вещества хряща или
зернышек тучных клеток появляется и после фиксации в сулеме, жидкости
Мюллера и т. п.
б. Промывают в дестиллированной воде. На замораживающем
микротоме изготовляют срезы толщиной 10—15 |х и собирают в
дестиллированную воду. Нужно избегать применения обычной воды, так как она дает
осадок. Заливку в желатину применяют лишь в случае крайней
необходимости.
в. Срезы растягивают на предметном стекле. Предметное стекло не
следует смазывать белком с глицерином. Наклеивание подсушиванием
недопустимо.
а. Каплями наносят раствор тионина. Приготовление раствора: тионина
Эрлиха 1 а, виннокаменной кислоты (химически чистой!) 0,5 а,
дестиллированной воды 100 см3. Свежеприготовленный раствор должен перед
употреблением несколько дней постоять, чтобы отстоялся осадок, так как
фильтрация раствора невозможна. Тионины другого происхождения большей
частью непригодны.
д. После 5-минутного воздействия красящего раствора на срезы
накладывают покровное стекло,, избегая образования пузырьков воздуха и
складок; затем, насколько возможно, отсасывают с краов жидкость.
Наряду с фиксацией формалином, непременным условием получения
хорошего результата является окраска под покровным стеклом.
е. Покровное стекло окантовывают ланолином с канифолью по 819.
ж. При рассматривании срезов употребляют в качестве источника света
так называемые лампы дневного света.
Результат: мякотные оболочки окрашиваются метахроматически
в яркокрасный цвет, ядра синие. Препараты годны лишь в течение
ограниченного времени.
Надлежащий результат окраски обнаруживается только после
заключения препарата; обычно через несколько часов после этого; часто окраска
достигает наибольшей интенсивности лишь через сутки- Замороженные срезы
головного и спинного мозга часто окрашиваются пятнами. Этого недостатка
можно избежать, если замороженные срезы перед растягиванием положить
на 10 мин. в 30-градусный спирт.
Для изготовления постоянного препарата Фейртер рекомендует после
окраски тионином препарат не окантовывать, а лишь укреплять покровное
стекло в четырех углах склеивающей массой, а затем поместить срезы на
48 час. в раствор красителя. После этого склеивающую массу удаляют ножом,
а срезы снимают с предметного стекла в разбавленном до прозрачности
растворе тионина с виннокаменной кислотой. Далее срезы переносят на
несколько минут в дестиллированную воду, фиксируют в 5-процентном молиб-
деновокислом аммонии 10 мин., затем дестиллированная вода; спиртовый
ряд; ксилол; бальзам.

-464
Глава XXIV
. Фейртер считает, что «окраска при заключении» имеет значение не только
для выявления мякотных оболочек, но в еще большей степени для
обнаружения особых липоидов, которые должны иметь широкое распространение в
тканях животных и человека. Эти липоидные вещества, окрашивающиеся в
розовый (вплоть до красного) цвет, он считает «хромотропными липоидами или
липопротеидами». Однако по исследованиям Пишингера (1943), эти предаю^
ложения неверны. Метахромазия скорее обусловлена лишь формальдегидом,
удержанным в ткани при фиксации (формалиновая метахромазия). Под
влиянием формальдегида, смотря по данным количественным соотношениям,
происходит изменение цвета тионина в сторону красного и синего до сине-
зеленого. Если небольшому количеству тионина противостоит много
формальдегида, то быстро и, повидимому, непосредственно появляется сине-зеленое
вещество, в противоположном же случае—красное. Последнее при
дальнейшем течении реакции также превращается в сине-зеленый продукт.
Взаимные количественные соотношения, наблюдающиеся на препарате, зависят
от концентрации взятого раствора красителя и, соответственно, от
накопления красителя в тканях, а также от степени и скорости освобождения
формальдегида, удержанного различными структурными коллоидами. Пишин-
гер считает окраску при заключении ценным морфологическим методом,
поскольку она дает возможность дифференцировки структур при
сохранении липоидов. Если будет выяснено значение отдельных соединений
формальдегида . в тканях, то она сможет приобрести значение
гистохимической реакции. •
1899. Выявление ъ-гранул (Рейх, 1907). Мякотные периферические
нервы осторожно расправляют на кусочке дерева и в течение некоторого
времени фиксируют в 10-процентном-растворе^ формалина, в смеси Орта или же
в жидкости Мюллера. Из них приготовляют замороженные срезы
(продольные), помещают на 5—10' мин. в насыщенный водный раствор тионина,
затем быстро промывают в дестиллированной воде и через 80- и 90-градусный
■спирты переносят в абсолютный спирт, в котором их оставляют на несколько
минут до прекращения отдачи облачков краски. После этого—ксилол
и бальзам.
Результат. На хорошо удавшихся препаратах тс-гранулы должны
•быть тёмнокрасными, ядра синими, мякотные оболочки бледцосиними.
тс-Гранулы очень устойчивы по отношению к щелочам и неорганическим
кислотам. В тепле они очень быстро растворяются жировыми
растворителями (поэтому заливка в парафин невозможна); при искусственном
переваривании также происходит растворение. Нильский голубой окрашивает
гранулы в темносиний цвет, окраска по Смис—Дитриху—в черный. Остальные
методы окраски на жир результатов не" дают. У человека, собаки и козы
*с-гранулы можно обнаружить постоянно; у кроликов, морских свинок, .кур,
рыб Укай (1923) их не обнаружил.
1900. Для подсчета мякотных и безмякотных волокон в
периферических нервах рекомендуется метод, разработанный Джонсом (1936), детали
которого см. в оригинальной работе.
Выявление нейрофибрилл (осевых цилиндров)
и их концевых аппаратов
1901. Для выявления осевых цилиндров периферических нервов, а также
периферических нервных окончаний имеются четыре группы методов:
протравная окраска молцбденовокислым аммонием с толуидиновым синим,
золочение, импрегнация серебром и суправитальная окраска метиленовым
синим. Чаще всего применяют две последние группы окрасок, которые дают
наибольшие шансы на успех. ,

Нервная ткань
465
ПРОТРАВНАЯ ОКРАСКА МОЛИБДЕНОВОКИСЛЫМ АММОНИЕМ
С ТОЛУИДИНОВЫМ СИНИМ
1902. Выявление нейрофибрилл по.Мёнкенберг—Бете (1899): а)
расправленный не слишком толстый нерв фиксируют 24 часа в 0,25-процентной
осмиевой кислоте; б) вымачивают 4—6 час; в) помещают непосредственно в
90-градусный спирт на 10час. или дольше; г) переносят обратно в воду на 4 часа;
д) помещают на 6—12 час. в 2-процентный раствор бисульфита натрия,
на каждые 10 см3 которого прибавляют 2—3 капли соляной кислоты; е) вода,
1—2 часа; ж) через спирт и бензол в парафин; з) срезы толщиной 2—3 р,
приклеивают сильно разведенным белком и через ксилол,-спирт и воду
переносят на 5—10 мин. в 1—4-процентный раствор молибденовокислого аммония
при 25°; й) промывают в многократно сменяемой дестиллированной воде;
наливают 0,05—0,1-процентный раствор толуидинового синего и окрашивают
5 мин. при 50—60°; к) споласкивают водой и через спирт и ксилол заключают
в канадский бальзам.
По Бете (1904), нейрофибриллы базофильны и сохраняют базофилию
и после фиксации спиртом. Толуидиновый синий делает изс красновато-
фиолетовыми. Если при этом несколько подкрашиваются и мякотные
оболочки, то окрашенные препараты длительно обрабатывают толуолом, в
котором мякотные оболочки обесцвечиваются, тогда как фибриллы удерживают
свою окраску.
1903. Об окраске мышечных веретен -гематоксилином по Зилер—Гаду
см. 1713.
МЕТОДЫ ИМЙРЕГНАЦИИ ЗОЛОТОМ
1904. Из предложенных для этой цели методов следует указать на
относительно более надежные методы Лёвита—Фишера, Ранвье и Миллера.
Впрочем, сказанное в 1783 справедливо и для данного случая. Легче всего удается
золочение у рептилий (особенно у Pseudopus pallasii, хамелеона и геккона),
затем у млекопитающих. Птицй, амфибии и рыбы—малоблагоприятные
объекты.
1905. Метод Левита (Лёвит, 1875; Фишер, 1876; Бремер, 1882).
Маленькие кусочки мышц (1 мм) держат в разбавленной муравьиной кислоте (1 часть
муравьиной кислоту, 2 части дестиллированной воды) до тех пор, пока они
не станут прозрачными (10—20 мин.). Из этого раствора их переносят на 15—
60 мин. в небольшое количество 1-процентного раствора хлорного золота,
в котором они становятся желтыми (Грабовер, 1902, и другие берут
0,25-процентный раствор). После этого кусочки снова помещают в указанный выше
раствор муравьиной кислоты, в котором их оставляют на 24 часа в темноте.
Затем кусочки можно перенести еще на такой же срок в концентрированную
муравьиную кислоту (в темноте). Наконец, их промывают в
дестиллированной воде и расщепляют на предметном стекле. Центральная часть кусочков
обычно фиолетовая, периферическая—грязнокоричневая. Между этими двумя
слоями находятся нервные волокна и концевые аппараты, импрегнирован-
ные лучше всего.
1906. Ранвье помещает маленькие кусочки сперва в лимонный сок,
в котором держат их до тех пор, пока они не стайут прозрачными (около 5—
15 мин.). Свежевыжатый сок лимона фильтруют через фланель; годится лишь
сок свежесозревших лимонов. После быстрого ополаскивания
дестиллированной водой, кусочки переносят на 20—60 мин. в 1-процентный раствор
хлорного золота, снова быстро ополаскивают дестиллированной водой и
помещают в слабо подкисленную воду (1 капля ледяной уксусной кислоты
на 30 см3 воды или 1-процентной уксусной кислоты). Здесь их оставляют
на 24—48 час, лучше всего на белой подкладке, на'ярком солнечном свету.
30 в. Ромейс

466
Глава XXIV
Поскольку у обработанных таким способом препаратов восстановление
золота не является полным, то в дальнейшем они обычно темнеют. Этого
не происходит, если вместо разбавленной уксусной кислоты действуют 24 часа
в темноте разведенной муравьиной кислотой (муравьиной кислоты 1 часть,
дестиллированной воды 2 части).
1907. Миллер (1923) помещает тонкие полоски межреберныхмышц
(кролик) на 20—30 мин. в 4-процентный водный раствор химически чистой
лимонной кислоты (в темноте). Затем быстро споласкивает дестиллированной водой
и помещает в 1-процентный раствор хлорного золота на 20—30 мин. (в
темноте). Отсюда препараты поступают на 48 час. в раствор 3.3 см3 химически
чистой муравьиной кислоты в 67 см3 дестиллированной воды (также в
темноте). Затем промывание в дестиллированной воде и помещение в глицерин.
МЕТОДЫ ИМПРЕГНАЦИИ СЕРЕБРОМ
1908. Среди методов серебрения, служащих для
выявления.периферических нервных волокон и их окончаний, на первом месте стоит метод Биль-
шовского, включая его модификации (см. 1909 1921). Особенно хорошие
результаты дает способ Грос—Шультце (см. 1914), как это показывают
многочисленные публикации Штёра и его учеников. Для выявления терминальны*
сеточек он является необходимым. К ^сожалению, этот метод, поскольку он
требует замороженных срезов, лишь с трудом-применим к органам рыхлого
строения. Очень часто применяют также импрегнацию кусочков по
Билыповскому или Кахалю, при которой часто оказывается пригодной только средняя
зона блока. В последнее время значительно продвинулась вперед методика
импрегнации приклеенных парафиновых срезов (см. 1922—1929, Девенпорт,
Бодиан и другие). Преимущество этой методики очевидно, но, к сожалению,
наиболее тонкие разветвления нервных волокон обычно далеко не полно
импрегнируются этим методом. Осевые же цилиндры и грубые концевые
аппараты, напротив, выявляются очень хорошо.
При толковании импрегнированных структур в качестве нервных волокон
требуется строжайшая критика и учет морфологических признаков. Это
относится и к высказываниям о дегенеративных изменениях. «Если на
препарате не находят нервов или же считают дегенерированными такие нервы,
которые в действительности плохо зафиксированы или неполно импрегниро-
ваны, то хледует сперва тщательнейшим образом испытать действие своей
серебряной импрегнации и лишь потом ставить на безмякотных элементах
диагноз дегенерации нервных волокон* (Штёр, 1932).
1909. Метод Бильшовского для периферических нервов. Импрегнация
срезов. Для проведения метода в общем приложимо сказанное в 1786—1796.
При импрегнации периферических нервов требуется лишь небольшая
модификация метода; она состоит в том, что срезы после действия аммиаЧного
раствора серебра помещают в разбавленную уксусную кислоту для ослабления
подкраски соединительной ткани. Очень важно золочение срезов, так как
лишь после него становятся видимыми тончайшие нервные элементы. Кроме
того, золочение делает препараты более контрастными и устойчивыми.
Проведение импрегн а-ц и и.
• а. Кусочки толщиной не более 1 см фиксируют по возможности
сразу после смерти животных в нейтральном формалине 1: 9 (не менее
24 час, лучше 1—2 недели). Несколько часов промывают в проточной воде
и изготовляют на замораживающем микротоме срезы толщиной 10 |х. Срезы
собирают и промывают в дестиллированной воде (1—3 часа или дольше).
Очень рекомендуется помещать срезы после резки н$ 2 дня в пиридин,
а затем промывать, их в часто сменяемой дестиллированной воде до
исчезновения, пиридинового запаха.

Нервная, ткань
467
б. Помещают на 24 часа в 2—3-процентный раствор азотнокислого
серебра.
в. Быстро проводят через дестиллированную воду (2—3 сек.) и помещают*
в аммиачный раствор азотнокислого серебра (приготовление см. 1527)г
в котором срезы оставляют до приобретения ими темнокоричневой окраски,
появляющейся обычно через 10—20 мин.
г. Срезы переносят в разбавленную уксусную кислоту (5 капель ледяной
уксусной кислоты на 20 см3 воды) до перехода коричневого тона в желтый
(1—5 мин.).
д. Как только желтый тон станет отчетливым, восстанавливают в
нейтральном формалине 1 : 10 (10 мин.).
В формалине срезы оставляют, по крайней мере, до тех пор, пока из них
не перестанут • выделяться беловатые облачка.
е. Быстро промывают и золотят совершенно бледные срезы в нейтральном
растворе золота (5 капель 1-процентного раствора коричневого хлорного
золота на 10 см3 дестиллированной воды) до появления
красновато-фиолетового основного тона (в среднем примерно через 1 час).
ж. Фиксируют 30 сек. в 5-процентном растворе гипосульфита.
8. Хорошо промывают, обезвоживают и т. д.
Результат: осевые цилиндры должны стать интенсивно черными,
соединительная ткань—коричневато-фиолетовой.
1910. Если импрегнация получается слишком слабой, то препараты по-,
еле восстановления в формалине (см. 1909, е) рекомендуется основательно
промыть в дестиллированной воде и перенести обратно в аммиачный раствор
азотнокислого серебра (1909, в) и отсюда повторить весь процесс сначала.
Если сроки соответственно удлинить, то импрегнацию осевых цилиндров
можно. производить та^же и на парафиновых срезах.
1911. Импрегнация кусочков по Бильшовскому. Очень часто применяют
метод импрегнации кусочков, особенно для выявления нервных окончаний.
Он дает очень ясные и четкие картины, но чаще всего лишь на ограниченном
участке. Для этой цели кусочки обрабатывают по 1790 или 1912.
1912. Буке (1916,1917) проводит импрегнацию кусочков почти полностью
по Бильшовскому, согласно указаниям в 1790, а именно: а) фиксация в 12-про-
цёнтном нейтральном формалине (формалина 12 см3, дестиллированной
воды 88 см3)] б) 3-дневная обработка пиридином; в) промывка в
дестиллированной воде, 8 час; г) импрегнация в 3-процентном растворе серебра при
30—35°, 5—6 дней; д) разбавленный аммиачный раствор серебра, как в 17909
24 часа; е) промывка в дестиллированной воде (Билыповский берет
разбавленную уксусную кислоту), 2 часа; ж) восстановление в нейтральном растворе
формалина (20 см3 формалина, 80 см3 дестиллированной воды), 12—24 часа;
з) промывка и как можно более быстрая заливка в парафин; золочение на
срезах.
Хорошие результаты дает также модификация Ремон—Лермитта,
приведенная в 1796. Процедура, как в 1796; лишь при фиксации замороженные
срезы нужно дофиксировать несколько часов в формалине 1 : 4. В
20-процентном растворе азотнокислого серебра срезы держат в темноте 24 часа при
комнатной температуре. Срок удлиняют на 1—6 час.
1913. Импрегнация нервов в органах, богатых жиром и липоидами,
Валлярт выработал для случаев, когда метод Билыповского дает плохие
-результаты (что случается нередко), следующую модификацию: а) фиксируют
в нейтральном формалине (формалина 1 часть, дестиллированной воды 4—
9 частей) не меньше 14 дней; б) пластинки толщиной 3—5 мм помещают
в смесь из равных частей пиридина, эфира и абсолютного спирта; на каждые
5 см3 смеси прибавляют по капле 4-процентного едкого натрия.
Продолжительность фиксации 4 дня; в) промывают 12 час. в проточной воде и столько же
30*

468 Глава XXIV
времени в дестиллированной воде, которую каждые 2 часа сменяют; г) импре-
гйируют 5 дней в 1,5—3-процентном растворе азотнокислого серебра при 37°;
' д) споласкивают несколько секунд дестиллированной водой; е) помещают на
24—26 час. при комнатной температуре в аммиачный раствор серебра
(к 10 см8 10-процентного раствора AgN03 прибавляют 5 капель
40-процентного *NaOH, затем аммиака, как в 1527, и, наконец, доливают до 10Ö см8
дестиллированной водой); ж) промывают в дестиллированной воде 2 часа,
сменяя ее каждые 30 мин.; з) восстанавливают в ьейтральном формалине
1 : 9, 12—18 час; и) быстро обезвоживают. Бензол, парафин в течение 10—
12 час. Приклеенные срезы толщиной 10 ц золотят как обычно.
1914. Прекрасный метод Грос—Шультце применяют также и для
периферических нервов и ганглиев по способу, указанному в 1793—1795.
Для выявления неврогенных побочных, клеток, к которым относятся
хромаффиновые и нехромаффиновые клетки, капсулярные, а также,
возможно, и незрелые ганглиозные клетки и клетки интерстицйальные, Штёр
(1939) комбинирует метод Грос—Шультце с различной окраской протоплазмы:
эозином, эозином—световым зеленым, анилиновым синим—оранжевым—
уксусной кислотой, по Доминичи, по Эрлих—Бионди, азаном или поли-
хромным мети леновым синим.
1915. При работе по методу Грос—Шультце Лаврентьев (1929, 1930)
сначала фиксирует кусочки ткани в смеси равных частей насыщенной
мышьяковистой кислоты, нейтрального формалина и 96-градусного спирта (МФС-
смесь). Через 1 час переносит на любое время в нейтральный формалин (1:4).
Замороженные срезы этого материала обрабатывают затем по Грос—Шультце,
с той лишь разницей, что в 20-процентном растворе азотнокислого серебра их
держат лишь 10 мин., так как после фиксации в МФС серебро
воспринимается ими энергичнее.
Пипер (1941) для интраэпителиальных нервов фиксирует в смеси:
нейтрального формалина 1 часть, 96-градусного спирта 1 часть,
дестиллированной воды 2 части.
1916. Для выявления осевых цилиндров и нервных окончаний с большим
успехом применяют также метод серебрения с едким натрием по О. Шультце
(см. 1808).
1917. Заключение готовых импрегнированных препаратов, особенно при
использовании замороженных срезов, часто лучше производить в желатиновый
бальзам по Геринга (см. 475), нежели в канадский бальзам, так как при этом
.они меньше сжимаются.
1918. Из методов Кахаля для двигательных и чувствительных окончаний
годится метод II (см. 1799), для чувствительных и симпатических ганглиозных
клеток—метод III (см. 1802), для нейрофибрилл, нервных окончаний и стадий
регенерации—метод V (см. 1804). Метод Кахаля, приведенный в 1806, служит
для обнаружения на замороженных срезах двигательных концевых
пластинок и сензорных эпителиев.
Импрегнация периферических нервов и нервных окончаний, залегающих
в хрящевой, костной ткани и в ткани зуба, удается при помощи метода де
Кастро, приведенного в 1869; он может быть рекомендован и для тканей, не
содержащих кости.
Кроме того, для импрегнации блоков могут быть использованы методы
Рансона (см. 1812) и Фолея (см. 1813). Дальнейшие модификации способа
Кахаля в 1919 и 1920.
1919. Модификация Фаворского (1830): а) кусочки ткани помещают на
24 часа в 0,5—5-процентный раствор уксусной кислоты (Acidum aceticum
officinalis) на 50—80-градусном спирте; б) промывают в 50-градусном спирте
-несколько часов; в) смесь 100 см8 96-градусного спирта и 1 см8 аммиака, 2 дня;
г) промывают в несколько раз сменяемой дестиллированной воде до тех пор,

Нервная ткань % 469*
пока кусочки не потонут; д) пиридин, 1 —2 дня; е) промывают 12—24 часа в
проточной воде, 2—3 часа в дестиллированной воде, сменяя ее; ж) импрегнируют.
в 2-процентном растворе азотнокислого серебра при 37°, 4—10 дней, в
зависимости от величины и плотности объекта; з) быстро споласкивают
дестиллированной водой (мелкие объекты лишь слегка обсушивают
фильтровальной бумагой); и) восстанавливают в смеси формалина (нейтрализованного
углекислой магнезией) 10 см8, пирогалловой кислоты 1—2 а,
дестиллированной водь! 100 см8, 12 час; к) обезвоживают (в 70-градусном спирте,
оставляют не дольше 1,5 час; более крепкий спирт не вредит); заливают в
парафин или црллоидин. Фаворский указывает, что преимущество его способа
состоит в равномерной импрегнации и относительно малом сжатии. В случав
плотной ткани требуется более слабая концентрация спирта (50-градусный)
и более высокое содержание уксусной кислоты (3—5%); для нежной ткани—
наоборот. Выявляются внутриклеточные нейрофйбриллы, осевые цилиндры,
нервные окончания в мышцах, соединительной ткани и эпителии.
1920. Модификация Переца (1932): а) кусочки ткани величиной 4—6 мм
фиксируют 48 час. в 12-процентном растворе хлоралгидрата (сменяют
2 раза) и быстро споласкивают дестиллированной водой; б) помещают на
24 часа в абсолютный спирт, на 60 см8 которого прибавляют 4 капли аммиака
(24? Боме; важно!); в) споласкивают дестиллированной водой; г)
импрегнируют в 1,5-процентном растворе азотнокислого серебра, 8 дней при 38°;
д) восстанавливают 12 час. в 90 см8 1,5-процентной пирогалловой кислоты
с 10 см8 формалина. Заливают в парафин.
1921. Для получения насечек Лантерманна, колец Сегалля и аппаратов
Гольджи—Реццонико используют следующий метод Кахаля (Рохас, 1917).
а. Фиксируют 24 часа в смеси: формалина 6 см8, пиридина 10 см8,
азотнокислого марганца 0,5 а, дестиллированной воды 40 см8.
б. Промывают 24 часа в проточной воде для .удаления пиридина, так как
иначе появляется осадок.
в. Помещают на 48 час. в 1,5-процентный раствор азотнокислого
серебра. :
а. Восстанавливают в смеси: гидрохинона 1 а, формалина 5 см8,
дестиллированной воды 80 см8, безводного сернокислого натрия 0,25 а, 24 часа; ,
затем расщепляют и кладут в глицерин.
1922. Выявление нервов на приклеенных парафиновых срезах по методу
Девенпорта (1930): а) фиксируют в смеси: нейтрального формалина 10 см8,
дестиллированной воды 90 см8, ледяной уксусной кислоты 5 см8, 24—36 час. J
б) промывают в проточной воде, 24 часа; в) промышйот 24 часа в сменяемой
несколько раз дестиллированной.воде; г) заливают в парафин; можно через
диоксан; д) срезы наклеивают на предметное стекло, а парафин растворяют
в бензоле; е) срезы помещают на 30 сек. в спирт—эфир (1 : 1); ж) предметное
стекло кладут в 3—5-процентный раствор целлоидина, который должен
покрывать срезы полностью. Через 3 мин. предметное стекло извлекают иа
раствора и обтирают его йижнюю сторону; стекло кладут горизонтально и,
прибавляя каплями раствор целлоидина, еще немного увеличивают толщину
его слоя над срезами; з) затем выжидают, пока целлоидиновый слой не примет
студенистую консистенцию, и, до того как он подсохнет, переносят в
80-градусный спирт, в котором целлоидиновый слой затвердевает; и) помещают в
спиртовой раствор азотнокислого серебра на 12 час в темноте при комнатной
температуре. Перед дальнейшей обработкой сосуд ставят еще на 30—бОадш.
в термостат при 37° (10 а азотнокислого серебра для анализа растворить
в 10 см8 дестиллированной воды, затем разбавить до 100 см8 96-градусным
спиртом и прибавить 10—14 капель 1 н. HN03); к) быстро промывают
96-градусным спиртом; л) восстанавливают в смеси 96-градусного спирта 100 <ме8,
пирогалловой кислоты 5 а, нейтрального формалина 5 см8. Может быть исполь-

470 # Глава XXIV
зована лишь один раз. За ходом восстановления можно следить под
микроскопом и в подходящий момент прервать (даже несколько заранее, так как
препарат еще дополнительно темнеет в спирте). Вначале появляются осевые
цилиндры мякотных, а затем безмякотных волокон; м) промывают в 96-градусном
и абсолютном спирте и растворяют целлоидиновый слой в спирт—эфире;
н) еще раз 96-градусный и абсолютный спирты; ксилол; бальзам. Р е з у л ь-
т а т: осевые цилиндры черные на желтоватом фоне.
1923. Подградский (1933) после 96-градусного спирта вместо заключения
в бальзам обрабатывает следующим образом: а) наносит на предметное стекло
несколько капель раствора 1 г хлорного золота в 100 см3 96-градусного спирта,
после чего срезы в течение нескольких секунд становятся серьши или
беловатыми; б) отсасывает раствор хдорного золота фильтровальной бумагой и
наносит несколько капель 96-градусного спирта; в) восстанавливает в 96-градус-
&ом спирте, на 100 см3 которого прибавляют 3—5 г пирогаллола, 3 мин.;
бледные срезы становятся теперь синевато-фиолетовыми; г) наносит несколько
капель 96-градусного спирта; затем абсолютный спирт; ксилол; бальзам.
1924. Чтобы сделать пригодными для применения этого метода срезы из
материала, фиксированного по Буэну, Фолей (1938) обрабатывает их
следующим образом: а) пиридин, 1 час; б) смесь 80-градусного спирта 99 см3 и
аммиака 1 см3, 24 часа; в) 40-процентный водный раствор азотнокислого серебра,
£ час; затем, как в 1922, спиртовый подкисленный раствор азотнокислого
серебра и т. д.
1925. При использовании метода Девенпорта на эмбриональном
материале Мигалик (1940) рекомендует некоторые изменения. Очень^молодые нейро-
бласты лучше всего фиксировать в формалине 1:9 без прибавления
ледяной уксусной кислоты. При такой фиксации нейрофибриллярные структуры
сохраняются наиболее, отчетливо. Для более поздних стадий прибавляют
2—3%, для поздних—5% ледяной уксусной кислоты. К 100 см3 спиртового
раствора серебра прибавляют 2 см3 0,1 н. азотной кислоты и
импрегнируют 2—10 час. при 37° (важно!). Эмбриональные нервные элементы
выявляются лишь в том случае, если не производить промывки в спирте.
1926. Метод Рогерса (1931): а) фиксируют в формалине 1:4 или 1 : 9
(нейтральном или кислом) или же в смеси Буэна 7 дней и дольше; б)
промывают после формалина в проточной воде, после смеси Буэна—в 70-градусном
спирте до удаления избытка пикриновой кислоты; в) обезвоживают по 24 часа
в 80- и 96-градусном спиртах, к которым на каждые 30 см3 прибавляют по
1 см? аммиака. Затем на 2—4 часа помещают в абсолютный спирт, который
один раз сменяют; г) заливают через хлороформ, или кедровое масло в
парафин; д) срезы толщиной 2—40 ц приклеивают белком и через ксилол и
абсолютный спирт переносят на 12 час. в 96-градусный спирт, на 100 см3 которого
прибавляют 2 см3 аммиака; е) споласкивают в 80-градусном спирте; ж)
помещают в 40-процентный раствор азотнокислого серебра на 20 мин. (в темноте,
невредно на несколько дней); з) быстро споласкивают дестиллированной
водой; и) наносят каплями формалин (1: 4), 2—5 мин.; к) дают стечь формалину,
ноне отмывают (важно!); л) покрывают аммиачным раствором азотнокислого
серебра (приготовление см. ниже). Наблюдают под микроскопом, пока
не появится окраска нервных волокон; м) промывают в дестиллированной воде,
около 1 мин. Если импрегнация слишком сильна, то ее ослабляют,
дифференцируя в 4-процентной уксусной кислоте; н) золотят в растворе хлорного
золота 1 : 300, прибавив на 50 см3 раствора 10 капель ледяной уксусной кислоты,
10—15 мин.; о) промывают в дестиллированной воде, если срезы слишком
еветлые, то их помещают в 4-процентную щавелевую кислоту; п) фиксируют
5 мин. в 5-процентном растворе гипосульфита; р) тщательно промывают в
проточной воде и т. д. Р е з у л ь т а т: осевые цилиндры и нервные окончания
окрашены в черный цвет. Кроме этой прописи Рогерс дал еще три, но

Нервная ткань
471
указывает, что приведенная выше пропись дает на амфибиях и
млекопитающих наиболее удовлетворительные результаты.
Приготовление аммиачного раствора серебра.
К 4 см3 20-процентного раствора азотнокислого серебра прибавляют
несколько капель аммиаЯа. Образовавшийся при этом осадок в результате
осторожного дальнейшего прибавления по каплям аммиака при непрерывном
побалтывании снова переходит в раствор. Затем на каждые 2 см3
первоначального 20-процентного раствора азотнокислого серебра прибавляют по
1 капле аммиака. Наконец, приливают еще 4 см3 дестиллированной воды.
Раствор годен в течение нескольких дней.
1927. О методе Бодиана, весьма рекомендуемом для периферических
нервов, см. 1816—1817.
О методе Шампи (осмий с иодом) для обнаружения симпатических нервов
в железах см. 2046.
ВЫЯВЛЕНИЕ НЕРВОВ ПРИ ПОМОЩИ СУПРАВИТАЛЬНОЙ
ОКРАСКИ МЕТИЛЕНОВЫМ СИНИМ
1928. Суправитальная окраска метиленовым синим была введена П. Эрли-
хом (1885). В случае положительного результата она выявляет нервы и
нервные окончания, интенсивно окрашивая их в синий цвет на более или
менее бесцветном фоне. Предварительным условием применения этого метода
является, во всяком случае, окрашивание непосредственно после смерти
«ли после извлечения органа из организма.
Техника суправитальной окраски метиленовым синим была очень
существенно усовершенствована работами Воробьева и его школы. Для микро-
скопическо-анатомических исследований из них прежде всего имеют важное
значение исследования Шабадаша. Ниже будет сначала изложена старая
методика суправитальной окраски метиленовым синим, которую широко
применяют и в настоящее время; новые модификации метода приведены в
1941—1946.
СУПРАВИТАЛЬНАЯ ОКРАСКА МЕТИЛЕНОВЫМ СИНИМ
ПО СТАРОЙ МЕТОДИКЕ ЭР ЛИХА—ДОГЕЛЯ
1929. Окраска может быть осуществлена различными способами: а)
инъекцией раствора красителя в кровяное русло; б) впрыскиванием в полость
тела (например, в грудную или брюшную полость); в) инъекцией в соединиг
тельную ткань исследуемого органа; г) непосредственным, помещением
органа или части органа в раствор красителя. Чаще всего применяют
первый и последний из названных способов.
Непосредственно после окрашивания следует фиксация, без которой
полученная окраска быстро бледнеет.
Для получения окраски очень важно применять нефальсифицированный,
чистый краситель. Краузе советует химически чистый кристаллический мети-
леновый синий, представляющий собой двойную хлорцинковую соль, или же
лишенный хлористого цинка медицинский химически чистый метиленовый
синий. Обычно приготовляют основной 1-процентный раствор на 0,6—
0,9-процентном растворе хлористого натрия (для амфибий 0,6-процентный, для
млекопитающих 0,9-процентный). Применение раствора Ринера, нормосаля
и т. п. в этом случае не рекомендуется, так как в ткани при этом могут
появляться осадки.
Из 1-процентного одаовного раствора путем прибавления
физиологического раствора поваренной соли нетрудно каждый раз приготовлять
необходимые разбавления. Для этого лучше сначала разбавить 1 часть основного
раствора 1 частью солевого раствора (получается раствора концентрацией 112%)>

472
Глава XXIV
затем 1 часть этого разведения снова ^разбавить 1 частью раствора соли
и т. д. Таким образом получают растворы с концентрацией красители
b1U* 1и>11*л Vie%> которые, если еще добавить раствор с */6%, большей
частью достаточны для всех случаев. Требующиеся для разных объектов
концентрации красителя неодинаковы: первые опыты целесообразно поставить
с тремя различными концентрациями, например 1/4я */в и х/8%; лучшим
является тот раствор, который дает наиболее интенсивную окраску нервов
при наименьшей подкраске соединительной ткани. Дальнейшее смачивание
препарата обычно производят сильно разбавленным раствором (1/1в%), чем
избегают слишком большого накопления красителя, которое могло быпри^
вести к сильной 'подкраске соединительной ткани.
У отдельных органов окраска нервов достигает своего максимума в
различные, заранее неопределимые сроки; однако если она не будет фиксирована,
то качество ее потом вновь снижается. У теплокровных окраску производят
при температуре тела (около 37°), у холоднокровных—при комнатной
температуре (около 18°).
Умерщвление животных (после хлороформного, или другого наркоза)
следует производить путем возможно более полного обескровливания. Если
окраску начать производить прижизненным введением в кровяное русло, то
животное нужно наркотизировать хлоралгидратом.
ПРОВЕДЕНИЕ ОКРАСКИ ПУТЕМ ИНЪЕКЦИИ В КРОВЯНОЕ РУСЛО
1930. В большинстве случаев инъекцию производят после
предварительного умершвления животного (о прижизненных инъекциях см. 1931). Перед
введением красителя полностью вымывают кровь из кровеносных сосудов. Для
этого через небольшой надрез левого желудочка вводят в^ аорту канюлю
и прочно завязывают; затем обычным способом делают промывку
физиологическим раствором поваренной соли, нагретым до температуры тела. У
крупных животных можно вместо этого промывать отдельные вырезанные органы
и инъицировать подогретый до 37° раствор метиленового синего
(концентрации */4—XU%) вплоть до появления микроскопически видимой синей окраски
поверхности исследуемого органа.
Через 30 мин. делый орган (а если он велик, то вырезанные из него
куски величиной 1—3 см) переносят в плоскую чашку на стеклянную вату,
хорошо смоченную раствором метиленового синего (концентрации х/в—х/1в%);
чашку неплотно закрывают крышкой и ставят в термостат при 36°. Чере&
10—30 мин.-'или, при крупных кусочках, через 1—1,5—2 часа препараты
извлекают из термостата и фиксируют.
Если орган плотный, то через 15 гмин, после инъекции метиленового
синего целесообразно изготовить бритвой срезы и, смочив их, как сказано
выше, раствором метиленового синего (1/1в%), поместить во влажной камеро
в термостат. Каждые 5—15 мин. при малом увеличении микроскопа смотрят
за ходом окраски нервов, чтобы прервать ее в соответствующий момент.
У холоднокровных всю процедуру производят при комнатной
температуре: инъицируют раствор (*/4— V8%); через 0,5—2 часа исследуемый
орган обнажают, чтобы дать полный доступ воздуху; через 20—30 мин. его
вырезают и фиксируют.
1931. Если краситель нужно ввести еще прижизненно, то,.по Краузе,
животному, наркотизированному хлоралгидратом, каждые 5 мин. инъицируют
в бедренную вену по 1 смг раствора красителя, подогретого до температуры
тела, повышая концентрацию раствора постепенно^ 0,25 до 1 %. При этом
для защиты от охлаждения животное закутывают в платок. Результат полу*
чается тем лучше, чем больше удается ввести красителя. Этот вариант метода
используется прежде всего для головного и спинного мозга. См. также 1779^

Нервная ткань
473
ОКРАСКА ПУТЕМ ПНЪЕКЩШ В ПОЛОСТЬ ТЕЛА
ИЛИ В СОЕДИНИТЕЛЬНУЮ ТКАНЬ ОРГАНА
1932. Здесь поступают таким же образом, как в 1930. При инъекции
в грудную полость отпрепаровывается весь кожный и мышечный покров'
грудной клетки: при инъекции в брюшную полость удаляют кожу и
поверхностные мышечные слои.
ОКРАСКА ИЗВЛЕЧЕННЫХ ОРГАНОВ ИЛИ ЧАСТЕЙ ОРГАНОВ
1933. Исследуемые органы или пластинки органов толщиной 0,5—2 см
помещают в стеклянную чашку, дно которой покрыто стеклянной ватой.
Затем стеклянную вату смачивают сильно разведенным раствором метиленового
синего (например, 1/1в%), а на сам орган наносят каплями раствор красителя
концентрации */4—1/8%, чтобы он тонким слоем покрывал поверхность. После
этого чашку прикрывают свободно прилегающей стеклянной пластинкой
и (если материал взят от теплокровных) помещают в термостат при 36—37°.
Во избежание подсыхания препарата дополнительно-наносят каплями
раствор красителя концетрации l/s—1/ie%- Время от времени при слабом
увеличении наблюдают за ходом окраски, которая в случае удачи достигает своего '
оптимума обычно через 1—2 часа. На холоднокровных животных окраску
производят при комнатной температуре.
Следует учитывать, что окраска большей частью распространяется лишь
на поверхностные слои препарата, тогда как глубинные слои остаются
неокрашенными. Поэтому рекомендуется приготовлять препараты возможно
более тонкие, а все неокрашенные части перед фиксацией или после нее
удалять острой бритвой. Этот способ в большинстве случае используют для
приготовления тотальных препаратов.
Из плотных органов, например восковой оболочки клюва или твердого
йёба водоплавающих птиц, бритвой приготовляют срезы, которые смачивают
на предметнрм стекле раствором метиленового синего концентрации 1/в—
Vft%; затем их окрашивают во влажной камере, как было указано выше.
Срезы не должны плавать в растворе красителя, но их нужно увлажнять во
избежание подсыхания. Окрашивание при этом происходит очень быстро,
в течение 10—15—20 мин.; затем их фиксируют.
При всех этих способах допустимы, конечно, мелкие модификации, кото- '
рые, однако, не противоречат общему характеру метода.
Результат: нервные окончания и осевые цилиндры нервных
волокон окрашены в интенсивно синий цвет, тогда как остальная ткань не
окрашена или имеет лишь слабую окраску. Подкраска соединительной ткани
обычно указывает на слишком большую концентрацию примененного
раствора красителя.
1934. В качестве объекта, особенно удобного для изучения нервных
окончаний, Краузе (1923) рекомендует брюшные мышцы лягушки. Для их окраски
инъицируют в артериальный конус 5 см3 0,5-процентного раствора
метиленового синего. Через 30 мин. удаляют брюшную кожу, вырезают прямую
брюшную мышцу и сильно растягивают на восковой пластинке с окошечком.
Объект, лежащий во влажной камере, при доступе воздуха обычно
окрашивается быстро. Фиксируют (см. 1935—1941), промывают и обезвоживают
в растянутом состоянии.
ФИКСАЦИЯ СУПРАВИТАЛЬНОЙ ОКРАСКИ МЕТИЛЕНОВЫМ СИНИМ
1935. Уже было упомянуто, что как только окраска нервов метиленовым
синим достигнет своего оптимума, она должна быть зафиксирована. Для этого
употребляют пикриновокислый или молибденовокислый аммоний или жб

474
Глава XXIV
обе соли, одну после другой. Мне лично фиксация молибденовокислым
аммонием по Бете—Догелю (см. 1936) всегда давала на тотальных препаратах
прекрасные результаты. Если же после окраски должна следовать заливка
препарата в парафин, то рекомендуется двойная фиксация по 1940.
1936. Фиксация молибденовокислым аммонием по Бете—Догелю. Для
фиксации окраски употребляют свежеприготовленный 5—8-процентный
водный раствор молибденовокислого аммония. Если раствор непрозрачен, его
перед употреблением фильтруют. Для лучшего сохранения тканевых
элементов рекомендуют прибавлять к раствору небольшое количество осмиевой
кислоты (на 100 см3 примерно 4—6 капель 1-процентного раствора).
Препараты, окрашенные метиленовым синим, сразу помещают в 50—
100-кратный объем фиксирующей жидкости. Тонкие препараты, как,
например, оболочки, предварительно растягивают при помощи ежовых игл или
деревянных шпилек (металлических инструментов следует избегать) на
восковую пластинку с вырезанным оконцем, на полоски картона обернутые
фильтровальной бумагой. Продолжительность фиксации, которую производят
при комнатной температуре, зависит от величины препарата. Тонкие оболоч*си
оказываются зафиксированными уже через 30—60 мин.; для более крупных
объектов требуется до 24 час. Длительное пребывание в жидкости не вредит.
После окончания фиксации препараты основательно промывают в
многократно сменяемой воде (в зависимости от величины, 1—6 час); затем их
переносят (в растянутом состоянии) в абсолютный спирт, в котором они должны
оставаться лишь столько времени (максимум 5 час), сколько необходимо для
их обезвоживания, так как при длительном пребывании в спирте окраска
ухудшается.
Чтобы свести к минимуму повреждающее действие спирта, я считаю
целесообразным извлекать 96-градусным спиртом лишь основное количество
воды; последние ее остатки удаляются при помещении в терпинеол, который
один раз сменяют. В нем объект может без вреда находиться несколько часов,
до тех пор пока не станет полностью прозрачным. В этом случае тонкие
препараты достаточно держать 5—10 мин. в 1—2 раза сменяемом 96-градусном
спирте, более крупные 1—2 часа, сменяя спирт 2—3 раза. После обработки
терпинеолом объект проводят через ксилол и заключают в канадский
бальзам. Препараты, зафиксированные и заключенные таким образом,
годами сохраняют свою свежесть, если их хранить, защищая от света.
1937. Если требуется приготовить срезы, то не слишком крупные кусочки
переносят из абсолютного спирта на несколько часов в 4-процентный
раствор целлоидина, наклеивают на деревянный блок и вместе с ним уплотняют
в 70*градусном спирте. Блок следует нарезать по возможности сразу, так
как спирт повреждает окраску. Если это невозможно, то его переносят
в воду, где он может без вреда находиться еще 2—3 дня(Марковитин, 1901).
Чтобы резать в парафине, фиксируют по Бете—Догелю (см. 1936). Однако
иногда парафиновая заливка все же сильно нарушает окраску. Вместо
парафина можно препарат после промывки, минуя спирт, залить в желатину
(см. 469 или 471) и затем.резать на замораживающем микротоме.
1938. Молибденовокислый аммоний с перекисью водорода по Бете (1895).
Окрашенные препараты поступают в смесь из молибденовокислого аммония
10 г, дестиллированной воды 100 см3, перекиси водорода (3-процентной) 10 г,
аптечной соляной кислоты 10 капель. В зависимости от величины кусочки
остаются в жидкости сперва 2—5 час. в холодильнике (при-)-2°), а после этого
още некоторое время при комнатной температуре. Затем промывка в
дестиллированной воде (1—2 часа) и дальнейшая обработка, как указано выше
{можно залить в парафин и целлоидин; для этого употребляют спирт,
охлажденный на льду). Возможна докраска квасцовым кармином или
каменноугольными красителями. Если (к фиксирующей жидкости прибавить через

Нервная ткань
475
некоторое время осмиевую кислоту, то окраска метиленовым синим сделается
■более темной и более устойчивой по отношению к спирту.
1939. Фиксация в пикриновокислом аммонии по Догелю. После того как
окраска нервов достигнет своего оптимума, препараты переносят в большое
количество насыщенного раствора пикриновокйслого аммония (около 1 г на
100 см3 дестиллированной воды). В зависимости от величины препарата
требуется 2—24-часовое воздействие ни в коем случае не превышающее 48 час
На препарате удаляют все излишние и мешающие части, после чего заключают
в смесь из равных частей фиксирующей жидкости и глицерина. Если к 100 см3
жидкости прибавить 1—2 см3 2-процентной осмиевой кислоты, то препарат
можно дополнительно окрасить пикрокармином. Заключение, как указано
выше. .
1940. Двойная фиксация по Догелю—Бете. Эта, фиксация особенно
рекомендуется в тех случаях, когда имеется опасность порчи окраски
метиленовым синим, например при заливке в парафин. При этом методе используют
как пикриновокислый, так и молибденовокислый аммоний. При такой
обработке цвет окраски переходит из синего в фиолетовый.
Методика: а) препараты непосредственно после окраски помещают
на 30—60 мин. в насыщенный водный раствор пикриновокйслого аммония
{около 1 а на 100 см3 дестиллированной воды; осторожно, сухая соль при
нагревании взрывается!); б) без промывки переносят в 5-процентный водный
раствор молибденовокислого. аммония, на 100 см3 которого прибавляют
10—20 см3 0,5-процентной осмиевой кислоты, 12—24 часа; в) тщательно
промывают в часто сменяемой дестиллированной воде, 4—6 час; г) быстро
проводят через 70- и 96-градусный спирты (лучше в холодильнике и в
течение 1—2 час); тщательно обезвоживают и пропитывают терпинеолом, который
несколько раз сменяют; затем быстро проводят через бецзол в парафин.
При последующей обработке парафиновых срезов нужно обращать
внимание на то, чтобы и они как можно меньше соприкасались со спиртом.
Дальнейшие указания см. уч Михайлова (1910) и Догеля (1910, 1927),
«УПРАВИТАЛЬНАЯ ОКРАСКА МЕТИЛЕНОВЫМ СИНИМ ПО МЕТОДИКЕ ШАБАДАША
1941. Со времен Эр лиха, Догеля, М. Гейденгайна и других основными
условиями для хорошей окраски нервной системы метиленовым синим
считались живое состояние, насыщенность кислородом и щелочность тканевого сока
и среды. Это представление было опровергнуто Шабадашем в ряде работ
(1925—1936). Из того* факта, что метиленовый синий в дозах, требующихся
для окраски, действует на организм токсично, следует, что для окраски
необходима не жизнь как таковая, а свежее состояние тканей и сохранность
некоторой части морфолого-физиологических механизмов обмена веществ. Далее
было показано, что успех окраски не зависит ни от активирования кислорода,
ни от насыщения кислородом клеток и волокон, а связан с мобилизацией
водородных атомов. В присутствии метиленового синего; являющегося
энергичным акцептором водорода, начинают преобладать процессы
дегидрирования, в результате которых появляются типичные промежуточные продукты
анаэробного обмена. Акцепция водорода красителем ведет к далеко идущим
внутриклеточным перестройкам, которые создают предпосылку для конечной
реакции между метиленовым синим и коллоидными структурами тканей.
Функциюметиленового .синего как акцептора водорода оказалось возможным
усилить прибавлением дополнительных органических акцепторов водорода,
таких,.как пирокатехин, резорцин, хинон и т. д. Наконец, в отношении
необходимости для окраски,щелочной среды Шабадаш смог показать, что в
противоположность этому положению, для выявления сплетений вегетативной
нервной системы оптимум находится при рН<7,0, т. е. в кислой стороне.

476 Глава XXIV
Домимо этого удача окраски метиленовым синим зависит, по Шабадашу*
от углеводного обмена. Оказалось, что прибавление виноградного сахара
и некоторых продуктов его превращения (особенно пировиноградного. натрия)
при pH около 7,0 очень способствует окраске метиленовым синим; этим
методом удается весьма элективно выявлять ряд нервных элементов, которые
иначе окрашиваются лишь с трудом. Шабадаш объясняет сильное влияние
виноградного сахара на процесс окраски далеко идущим изменением сахара
нервной тканью и появлением в ткани высокоактивных промежуточных
продуктов обмена. Шабадаш считает идущий в нервной ткани гликолиз тем
именно ее свойством, которое определяет элективность окраски.
Очень благоприятно действуют в соединении с глюкозой вещества,
которые подавляют дыхание и тем самым усиливают гликолиз: уретан, тимол,
гедонал и другие; так же влияют и соли магния, равным образом
стимулирующие гликолиз. Все эти факторы одновременно сильно ускоряют и процесс
окраски. На основе этих представлений Шабадаш разработал ряд прописей,
которые дают возможность выявить с значительно большей полнотой, чем при
прежних окрасках метиленовым синим, состав мякотных и безмякотных
волокон, нервных окончаний и других разветвлений как цереброспинальной,
так и вегетативной нервной систем (см. табл. 12).
Таблица 12
МЕТОДЫ ВЫЯВЛЕНИЯ НЕРВНЫХ СТРУКТУР МЕТИЛЕНОВЫМ СИНИМ
(во Шабадашу, 1930)
Орган
На 1000 см* раствора
красителя, е
Нужное

количество

Максимум
окраски
наступает
черев,
минут
Вид ЖИВОТНОГО '
NaCl

метиленового
синего
ревор-
цина
раствора

красителя, см*
Кошка
Желудок
7,2
0,15
0,05 -
. 2400
. 10
Кишечник ....
7,2
0,15
0,12
1200
5
Собака
Желудок ....
8,5
0,2
0,2
3 200
Кишечник . . . >
8,5
0,2
0,3
3 200
Теленок
Сердце ......
8,0
0,075
0Л51)
Морская свивка
Тонкая кишка . .
7,2
0,25
0,3 .
Макака
Тонкая кишка . .
8,5—9,0
0,33
0,33-0,5
Толстая кишка . .
8,5-9,0
0,7
Р,7 .
Веретеница
Почка"
6,5—7,0
0,05
4,0
30
7—12
1) Параамидофенол.
Какпоказали исследования Гиллярпа (1946), методика Шабадаша может
быть использована и для выявления тончайших нервных структур. При
соблюдении постоянных оптимальных условий результат воспроизводим. Этот
метод очень элективен в отношении нейрофибрилл и дает достоверную картину
прижизненной морфологии.
1942. Суправитальная окраска метиленовым синим, по Шабадашу,
должна производиться путем инъекции раствора красителя в кровяное русло>
лучше всего в живом состоянии или же сразу после смерти животного.
Проведен и е инъекции. Животное сильно наркотизируют.
Орган,, нервы которого подлежат окраске, инъицируют через ближайший
крупный артериальный ствол. Чтобы создать отток для крови и инъициру-
емой жидкости, одновременно в начале инъекции вскрывают относящуюся
сюда вену. Полость, в которой лежит орган, оставляют невскрытой в течение

Нервная ткань
477
всей инъекции. Для-уменьшения размеров сосудистой области крупные
сосуды, не относящиеся к исследуемой части тела, перевязывают.
Таким образом, при окраске органов брюшной полости и таза инъицируют
-через грудную аорту и перевязывают сосуды бедра; при окраске органов
грудной полости инъицируют через брюшную аорту и перевязывают
подмышечные сосуды, сонные артерии, яремные вены и т. д.
После использования 80% всей инъекционной жидкости вену, через
которую происходит отток, перевязывают, а кровяное русло соответствующего
органа заполняют, при повышенном давлении, большим количеством
оставшейся жидкости. Сразу же после окончания инъекции орган обнажают,
осторожно, избегая сдавливания, вырезают и помещают в инъекционную жидкость,
но без добавления метиленового синего (полые органы также наполняют
инъекционной жидкостью); затем ожидают появления максимума окраски. Так
как весь процесс, от инъекции до максимума окраски протекает в относительно
короткий срок (обычно в 7—20 мин.), то, чтобы не пропустить оптимума
окраски, следует все внимание сосредоточить на исследуемом органе. О
фиксации окраски см. 1945.
1943. Аппаратура для инъекции. Инъекцию красящего раствора следует
производить при давлении, соответствующем среднему давлению крови
животного. Для более крупных животных в качестве резервуара для красящего
раствора употребляют трехгорлую склянку Вульфа; в первое горлышко
вводят трубку, снабженную резиновым баллоном и трехходовым краном; во
второе—вставляют делительную воронку, через которую можно во время
инъекции прибавлять раствор; третье горлышко служит для отводной трубки,
соединенной с инъекционным шлангом, а также для термометра. Для
измерения давления можно еще соединить со склянкой и манометр. Для мелких
животных используют градуированную, укрепленную на штативе бюретку,
в которой жидкость постоянно поддерживается на одном уровне при помощи
соединительной трубки. Все резервуары должны быть стеклянными, с
отчетливо заметной градуировкой; их емкость не должна сколько-нибудь
значительно превышать требующееся для инъекции количество жидкости.
1944. Приготовление раствора красителя.
а. Краситель. Шабадаш применяет исключительно метиленовый синий
медицинский, химически чистый, свободный от хлористого цинка.
Оптимальная концентрация метиленового синего для отдельных животных различна;
она колеблется между 0,0037—0,5 г. на 1 л воды. Более сильные концентрации
ухудшают результат,
б. Вода. Все растворы изготовляют на дважды дестиллированной воде.
Чистота воДы имеет чрезвычайно большое значение для получения хорошего
результата, так как окраска метиленовым синим представляет собой весьма
чувствительную биологическую реакцию, течение которой может быть
нарушено уже минимальными количествами реактивов. Поэтому следует, как
непременное правило, употреблять лишь дважды дестиллированную воду.
Прибор для вторичной дестилляции должен быть из иенского стекла (лучше
с кварцевой трубкой, как в аппарате, описанном в 1521 и представленном на
рис. 21). К дестиллируемой воде прибавляют немного перманганата и
несколько капель NaOH.
в. Изотония. В качестве основного раствора для всех процессов
(инъекция, промывка, дифференцировка) служит солевой раствор, приготовляемый
из химически чистого хлористого натрия. Содержанце соли рассчитывается
различно, в зависимости от вида животного (см. табл. 12). Температура
растворов должна соответствовать температуре тела исследуемого животного; во
время всего опыта" ойа должна поддерживаться на одном и том же уровне.
^ г. Концентрация водородных ионов красящего раствора. Концентрация Н*
имеет большое значение для получения хорошего результата. По Шабадашу

478
Глава XXIV
для каждого органа существует совершенно определенная концентрация Н\
при которой окраска нервной системы достигает наибольшей полноты и
избирательности (табл. 13). В некоторых случаях даже в одном и том же органе-
могут существовать различные зоны (см., например, дно желудка и его
привратник в табл. 13). Оптимум определен пока лишь в ограниченном числе
случаев (табл. 13) и для новых объектов должен каждый раз устанавливаться
рядом опытов.
Таблица 13
ОПТИМАЛЬНЫЕ КОНЦЕНТРАЦИИ ВОДОРОДНЫХ ИОНОВ ДЛЯ ВЫЯВЛЕНИЯ
НЕРВНЫХ ЭЛЕМЕНТОВ ОРГАНОВ РАЗНЫХ ЖИВОТНЫХ
(по Шабадашу, 1930 и 1936)
Вид животного
Орган
Оптимальная
окраска
достигается при pH
Кошка
Экстраорганные нервы
7,2
Дно желудка, пнтрамуральные элементы
6,98
Привратник желудка, пнтрамуральные
элементы
6,0-6,24
Двенадцатиперстная кишка, подслизистая
тонкой кишки
6,98
Подвздошная, подслизистая толстой
кишки
5,9
Мочевой пузырь, под- и внутриэпите-
лиальные элементы
5,4-5,6
Матка, пнтрамуральные элементы . . .
5,9—5;в
Влагалище, » » ...
5,9
Мочеточник, » » ...
5,6 '
Семевыносящий проток, пнтрамуральные
элементы
5,9
Кровеносные сосуды, пнтрамуральные
Обезьяна
элементы
4,6—5,1
Двенадцатиперстная кишка,
подслизистая, интрамуральные элементы ... . .
6,9
Тонкая кишка, интрамуральные
элементы
6,24
Подвздошная ободочная кишка,
интрамуральные элементы
5,7—5,9
Собака
Желчный пузырь, интрамуральные
элементы
6,2
Веретеница
Почка
5,1
Для забуферивания раствора поваренной соли Шабадаш особенно
рекомендует фосфатные смеси Зёренсена. Запасные растворы одно-, дву- и
трехосновного фосфата натрия приготовляют в молярных концентрациях и»
химически чистых реактивов. Желательную концентрацию Н' получают путем
смешения в пропорциях шкалы Зёренсена и проверяют сперва
электрометрически, а затем, перед каждым опытом, колориметрически по Кларку или
по Михаэлису. Количество фосфатов в 1 л жидкости соответствует 10 еде3 смеси
молярных растворов. (Подробности о приготовлении буферных растворов см-
у Михаэлиса.) • -

Нервная ткань
479
д. Добавления к раствору красителя. Окси- или аминофенолы (обычно
резорцин). Количество добавляемого вещества зависит от вида животного; оно
увеличивается согласно следующему ряду: кошка, собака; теленок,
холоднокровные, обезьяна, человек (некоторые указания дает табл. 12). Раствор
резорцина приготовляют отдельно. Его наливают в делительную воронку
инъекционного сосуда и прибавляют к раствору метиленового синего только
тогда, когда большая часть крови вымыта из сосудов и из вены оттекает
обесцвеченный раствор метиленового синего.
Виноградный сахар. В более поздних исследованиях Шабадаш (1936)
советует прибавлять виноградный сахар, особенно в соединении с пировино-
граднокислым натрием; последний является естественным, нетоксичным легко-
диффундирующим соединением. Его прибавление дает в руки исследователя
весьма многосторонний, очень тонко регулируемый способ, который позволяет
окрашивать по желанию самые различные отделы нервной системы и у самых
различных видов животных.
Пример раствора для вегетативных сплетений: дестиллированной воды
1 лу хлористого натрия 8.0 а, глюкозы (чистейшей, для анализа) 2,0 а,
пировинограднокислого атрия 0,32 а и метиленового, синего 0,35 а. Забуферивают
1 М одноосновным фосфатом до pH 5,4—5,6 (10 см* фосфата на 1 л жидкости).
Количество инъицируемой жидкости (для кошки) 1,5 л. Оптимум окраски
достигается через 7—10 мин.
Соли магния. Дальнейшие возможности улучшения окраски дает.прибав-
ление бромистого или хлористого магния. Ионы магергя стимулируют глико-
литическую ферментную и коферментную системы нервной ткани. Путем
постепенной дозировки солей Mg можно тончайшим образом регулировать
течение окраски.
Пример раствора для вегетативного
сплетения: дестиллированной воды 1 л, хлористого натрия 7,5 а, глюкозы 2,0 а,
пировинограднокислого натрия 0,35 а, метиленового синего 0,2 а и
бромистого магния MgBr2+6H20 0,3 а.
Пример раствора для мякотных нервных
волокон и чувствительных концевых аппаратов
наряду с вегетативными сплетениями: дестиллированной воды
1 л, хлористого натрия. 8,0 а, глюкозы 2,0 а, пировинограднокислого натрия
0,32 а и бромистого магния 1,25 а; забуферить до pH 6,0; инъицируемое
количество раствора 1,5 л. Во избежание осаждения MgBr2 его прибавляют
небольшими порциями при помешивании.
1945. Как уже было указано, окраска нервов в зависимости от органа
и вида животного достигает своего оптимума в различные сроки, после чего
она более или менее быстро снова бледнеет. Поэтому необходимо фиксировать
окраску в период ее максимума. Методы, приведенные в 1935—1941, являясь
удовлетворительными для небольших кусочков ткани, совершенно непригодны
для получения окраски нервов на больших комплексах (что удается при
опытах по методу Шабадаша), так как слишком мала способность указанных
растворов к проникновению. Зато Шабадаш нашел, что подходящей
фиксирующей жидкостью является смесь пикрата аммония с йодистым или
роданистым аммонием; она проникает очень быстро и уже через 5—7 мин. хорошо
фиксирует окраску нервных элементов также и в глубоко лежащих частях.
Приготовление раствора. Приготовляют 2,11-процентный
водный раствор йодистого аммония (NH4J) или 1,12-процентный раствор
роданистого аммония (NH4CNS). Раствор нагревают до 60°, насыщают
избытком пикрата аммония и на несколько дней оставляют стоять при
комнатной температуре.
Используемый для фиксации окраски пикрат аммония должен состоять
из крупных игольчатых оранжевых кристаллов; он содержит примесь

480
Глава XXIV
пикраминовокислого аммония (пикриновокислый аммоний увлажненный).
Препарат, состоящий из тонких канареечно-желтых кристаллов, не годится.
Применение. Соответствующее количество смеси подогревают для
фиксации на водяной бане (не над пламенем!!) до 35° и помещают в нее
окрашенный препарат на 3—6 час. Нервная ткань после фиксации становится
интенсивно окрашенной в темнофиолетовый цвет с коричневатым оттенком.
Заключение. В качестве среды для заключения Шабадаш
рекомендует глицерин—пикрат—желатину, в которой препарат остается
неизменным годами. Для ее приготовления составляют следующие растворы.
Раствор а: химически чистый глицерин, лишенный жирных кислот, насыщают
в хорошо закрывающемся сосуде кристаллами пикрата аммония в течение
6 дней при 25°. Раствор б: Юг лучшей желатины оставляют набухать в 50 см3
горячей дестиллированной воды; затем прибавляют 50 см3 кипящей
дестиллированной воды и растворяют желатину на водяной бане. Фильтруют через
4 слоя полотняной материи. Соединяют равные количества растворов а и б и без
прибавления карболовой кислоты или тимола хранят в посуде из иенского
стекла. В среду для заключения препарат поступает непосредственно из
фиксирующей жидкости или же, в случае более толстых срезов, после
просветления в глицерине, насыщенном пикратом аммония.
Подробные указания о применении техники Шабадаша для выявления
перицеллюлярных аппаратов ганглиозных клеток (синапсов), а также
периферических иннервационных аппаратов даны Гиллярлом (1946).
1946. Если желательно перенести препараты в канадский бальзам, то
после указанной выше фиксации их нужно еще дофиксировать
молибденовокислым аммонием с осмиевой кислотой. Шпаннер (1929) прибавляет на 10 см3
10-процентного раствора молибденовокислого аммония 10 капель
1-процентной осмиевой кислоты и оставляет препараты в растворе не менее чем на
6 час.; затем несколько, минут промывает в воде и режет на замораживающем
микротоме; 96-градусный спирт (на короткий срок!), абсолютный спирт (как
угодно долго); ксилол; бальзам.

Глава XXV '
СЕРДЦЕ, КРОВЕНОСНЫЕ И ЛИМФАТИЧЕСКИЕ СОСУДЫ
1947. Обзорные препараты сердца можно получить при помощи почти
любого употребительного метода фиксации и окраски. Если желательно
зафиксировать сердце в состоянии максимальной диастолы, то, по Краузе,
животное отравляют хлоралгидратом (2—3 г на 1 яг веса тела), а перед извлечением
сердца и помещением его в фиксирующую жидкость перевязывают все
приносящие и выносящие сосуды. Для того чтобы получить максимальную
систолу, животному инъицируют через вену, вплоть до его смерти,
1-процентный раствор хлористого бария.
1948. Большие, объемистые куски сердца целесообразно заливать в
целлоидин. Перед заливкой следует по возможности удалить образовавшиеся
внутри сердца сгустки крови, так как они обычно становятся очень твердыми
и плохо режутся. Ткань клапанов, содержащая известь, должна декальци-
.яироваться.
1949. Для выявления мышечной ткани можно рекомендовать фиксации?
спирт—формалином и импрегнацию по Бильшовскому или окраску кислотным
ализариновым синим с фосфорномолибденовой кислотой (см. 1491). Очень
красивые препараты дает импрегнация после фиксации в «суза» (см. 344),
«субтри» (см. 345 или 333) окраска железным или ванадиевым
гематоксилином (см. 655).
1950. При окраске мышечной и соединительной ткани хорошие
результаты дают окраска азаном (см. 1489), методы Массона (см. 1496) или Пачини
(см. 1499), а также их модификации. Чрезвычайно четка выявляется
соединительная ткань при помощи методов серебрения, приведенных в 1517—1554.
[ 1951. Волокна Пуркинье вследствие богатого содержания в них
гликогена могут быть отчетливо выделены окраской по Бесту (см. 1103) или по
Бауэру (см. 1104, фиксация по Карнуа). Подробности их выявления см. 1719,
1952. Эндо- и перикардий можно посеребрить по 1280 и, содрав пинцет
том, заключить в глицерин или канадский бальзам.
1953. Внутрисердечная нервная система может быть выявлена при
помощи суправитальной окраски метиленовым синим, а также методами
серебрения [особенно по Грос—Шультце, 1793; см. Михайлов (1908), Волынг
ский (1928), Лаврентьев (1929) и другие].
1954. Кровеносные сосуды фиксируют формалином, спирт—формалином,
tcyaa», по Гелли, Штиве и т. п. Крупные сосуды, богатые эластическим матвт
риалом, часто заливают в целлоидин.
1955. Парафиновые срезы, содержащие много эластического материала
(например, аорта), лучше окрашивать до наклеивания и до освобождения от
парафина, для чего их пускают плавать на растворах красителей (например]
орсеина) по 17'52 и лишь после этого подхватывают на предметное стекло. Этим
дутем избегают легко наступающего образования складок.
1956. Если среднюю оболочку нефиксированного кровеносного сосуда
обработать в течение нескольких часов едким калием цли натрием, спиртом
Si в. Ромейо

482
Глава XXV
в треть (24 часа или дольше) или 1-процентной винной кислотой, то
тщательным расслаиванием и расщеплением удается местами изолировать
эластические мембраны, сети и волокна.
1957. Выявление отдельных тканевых компонентов сосудов производят
методами, приведенными в соответствующих главах. Особенно рекомендуются
для гладкой мышечной ткани 1729—1731, коллагеновой соединительной
ткани 1489, аргирофильной соединительной ткани 1525, 1533, 1537, 1548,
эластической соединительной ткани 1556 или 1560, кроме того,
комбинированные окраски по 1564,1565; для нервных сплетений 1793 и 1808.
1958. Так называемые эпителиоидные клетки (набухшие клетки) артерио-
венозных анастомозов выступают очень красиво на азановых препаратах,
особенно после фиксации в «суза», сулемой—формалином—ледяной уксусной
кислотой и.т. п.
1959. Для изучения мелких сосудов и прекапилляров особенно удобны
кусочки сосудистой оболочки, взятые из мозга, фиксированного в формалине
или спирт—формалине и растянутые на предметном стекле; их, как и
замороженные срезы, окрашивают гемалаун—эозином по Гарновскому. Строение
мелких сосудов очень хорошо обнаруживается и на срезах сосудистой
оболочки. При более подробных исследованиях следует учитывать, что строение
сосудистых стенок часто проявляет весьма существенные различия в
деталях, зависящие от их происхождения и топографии; см. также у Бённинг-
гоффа (1927).
I960: Для изучения капилляров очень удобны язык и мочевой пузырь
лягушки. Их фиксируют в растянутом состоянии по Гелли, Ценкеру, в «суза»,
в формалине—сулеме—спирте и заливают в парафин. Для окраски Вимтруп
(1922,1923) особенно рекомендует метод Каллейа (см. 715), при котором
хорошо выступают и клетки Руже. Беннинггофф (1926) окрашивает их по 1489.
О наблюдении в живом состоянии капилляров кожи см. 149, Б. Вейс
(1921) и О. Мюллер (1936, 1938).
1961. К. В. Циммерман (1923) выявляет клетки Руже, которые он
называет перицитами, путем модификации метода Гольджи, что рекомендует также
и Пленк (1927). Кусочки ткани, лучше всего величиной в 1 см8, фиксируют
в смеси бихромата калия с формалином по Копшу (см. 243), несколько дней
дополнительно обрабатывают чистым раствором бихромата калия, а затем
переносят на 5—6—8 дней в 8-процентный раствор азотнокислого серебра.
После этого проводят через 50-,-80-, Эб^роцентные и абсолютный спирты,
бензол и помещают в парафин (Пленк по 30 мин. обрабатывает
50—96-градусным и абсолютным спиртом, спирт—эфиром, жидким и густым целлоидином;
помещает кусочки на стабилитовые блоки, уплотняет 30 мин. в парах
хлороформа, а затем в 80-градусном спирте). Срезы толщиной 25—30 р. освобождают
от парафина и переносят в свежеприготовленную смесь из 20 см8
насыщенного раствора соды на 50-градусном спирте и 10 см8 формалина; в этой смеси
их оставляют от одного до нескольких дней (один доз сменяют; срезы следует
почаще пошевеливать). Затем срезы промывают в 50>-градусном спирте, к
которому для устранения коричневой, окраски срезов прибавлен 5-процентный
раствор железных квасцов, пока не появится легкая желтая окраска спирта.
Как только фон оказывается достаточно обесцвеченным, сразу же
основательно промывают обычной водой. После этого можно дополнительно
окрасить гемалауном; затем промывка, обезвоживание, ксилол, канадский
бальзам. Как и метод Гольджи, эта модификация удается не каждый раз.
По Пленку (1929), вместо 8-процентного раствора азотнокислого серебра
можно с тем же результатом применять 1-процентный раствор.
1962. Лимфатические сосуды лучше всего исследовать на срезах через
ткань, окружающую ворота крупных лимфатических желез, брыжейки,
паховой области и т. п.

Сердце, кровеносные и лимфатические сосуды.
1963. Клеточные границы эндотелия капилляров и мелких сосудов
выявляют серебрением. Такие препараты часто обнаруживают и границы гладких
мышечных клеток.
При этом поступают по 1280—1283 или же таким образом:
наркотизированное и обескровленное путем отрезания верхушки сердца животное
промывают 3,3-процентным изотоническим раствором сернокислого натрия до
полного удаления крови и инъицируют 1—5-процентный раствор азотнокислого
серебра или серебряную желатину (см. ниже), пока не заполнится вся
сосудистая система (для лягушки, например, 10—15 см9). После этого берут
кусочки брыжжейки, легкого, мочевого пузыря и т. п., распластывают,
ополаскивают, фиксируют спиртом и заключают. Можно также подкрасить
гемалауном.
Для изготовления серебряной желатины совершенно чистым листкам
желатины сначала дают набухнуть в дестиллированной воде, которую
2—3 раза сменяют; затем ее выжимают, расплавляют и прибавляют
0,1—1% азотнокислого серебра.
1964. Если кровеносные сосуды обработать по методу, предложенному
в 1822, то в средней оболочке окрашиваются твердые прямолинейно
пробегающие волокна (подобные телеграфным проводам), которые встречаются раз-
бросанно и в соединительной ткани (Дюрк).
ВЫЯВЛЕНИЕ СЕТИ КРОВЕНОСНЫХ СОСУДОВ
Предварительные замечания
1965. Неинъицированные капилляры часто спадаются настолько, что
на срезах нередко их можно обнаружить лишь с трудом. О количестве и ходе
капилляров в органе можно поэтому составить верное представление на
микроскопическом срезе обычно только в тех случаях, когда просвет
капилляров заполнен скопившимися эритроцитами или инъицированной окрашенной
массой. В первом случае путем интенсивной окраски красных кровяных
телец можно получить препараты, сравнимые по красоте с препаратамиг
полученными методом инъекций.
Из различных методов окраски эритроцитов можно рекомендовать
предложенные Слонимским (см. 1966) и Пикфордом (см. 1967). Оба метода7
удаются лишь в том случае, когда кровеносные сосуды хорошо и
равномерно заполнены эритроцитами. Поэтому посредством соответствующей
ориентировки, перевязки сосудов обеспечивают сильное наполнение
исследуемой сосудистой области кровью и невозможность опорожнения сосудов
во время фиксирования.
При инъекционных методах, напротив, сосудистая сеть должна быть
по возможности освобождена от крови. В связи с этим перед инъекцией
красящей массы сосуды обычно промывают физиологическим раствором
поваренной соли. При любых условиях следует, однако, избегать слишком
длительного промывания, так как оно легко приводит к нежелательным экстравазатам.
Во многих случаях от промывания физиологическим раствором можно
отказаться и вымывать кровь сразу самой инъекционной жидкостью. Из
инъекционных методов для микроскопических целей следует особенно отметить
инъекцию туши (см. 1977), которая превосходит старые методы инъекции кармин—
желатины, в особенности для выявления тончайших капилляров. Для нор-
Еозионных препаратов прекрасные результаты дает инъекция пластоидом
1уммера (см. 1985).
Для просветленных препаратов крупных сосудов, ходов и полостей1
очень ценным методом является инъекция клейстера по Панш— Шпан-
неру (см. 1988).
31*

484
Глава XXV
Выявление кровеносных сосудов путем окраски эритроцитов
1966. Метод Слонимского (1927) и Кунге: а) фиксировать в смеси
формалина (40-процентного) 25,0 см?, хлористого натрия. 10,0 см3, железносинеро?
дистого калия 4,0 см3 и дестиллированной воды 250,0 см3. Жидкость лучше
приготовлять перед самым употреблением. Срок фиксации 24—48 час;
б) промывать 2 часа; в) замороженные срезы толщиной 120 р. собрать в де?
стиллированную воду; г) хорошо расправленные, не налегающие друг на
друга срезы окрасить в растворе бензидина (см. ниже) до резкого выявления
сосудов; д) перенести на короткое время в 96-градусный спирт, затем в абсот
лютный спирт; ксилол; бальзам.
Приготовление р а створа: 1 г бензидина растворяют
в 25 см3 96-градуоного спирта. К этому раствору прибавляют каплями 1 см3:
пергидроля и 9 см3 спирта (70-градусного).
1967. Метод Пикворса в модификации Доерти, Сука и Александера
(1938): а) фиксируют в нейтральном формалине 1 : 9 не менее 1—3 недель;
б) замороженные срезы 200—300 ji; в) промывают в дестиллированной воде
не менее 30 мин. (важно, иначе осадок!); г) 10 мин. окрашивают в растворе а
(почаще побалтывать); д) быстро промывают в дестиллированной воде, 10 сек.;
е) окрашивают в растворе б до тех пор, пока на светлом фоне не выделится
черная сосудистая сеть (чаще побалтывать); ж) промывают в
дестиллированной воде; з) обезвоживают в 70-и 96-градусном спирте (к каждому прибавляют
2% ледяной уксусной кислоты, в 70-градусном спирте извлекают на
предметное стекло); и) абсолютный спирт; ксилол; бальзам.
Приготовление растворов. Раствор а: 0,5 г бензидина
растворяют в 50 см3 абсолютного спирта. 0,1 а нитропруссидного натрия
растворяют в 10 см3 дестиллированной воды. Оба раствора сливают вместе и
дополняют до 100 см3 дестиллированной водой. Раствор нитропруссидного
натрия нужно всегда приготовлять свежим, так как он быстро портится.
Признаком порчи раствора служит появление зеленоватой окраски при прибавлении
раствора бензидина. Раствор б: абсолютного спирта 50 см3, ледяной
уксусной кислоты 2 см3, пергидроля 0,5 см3, нитропруссидного натрия 0,1 г
(растворенного в небольшом количестве воды), дестиллированной воды до
100 см3.
Хорошо окрашенные срезы должны принять в растворе а желтоватый
цвет. При переносе срезов в раствор б сосуды, так же как и фон, вначале
кажутся сине-зелеными; затем сосуды постепенно чернеют, тогда как фон
обесцвечивается. Если через 20 мин. этого не произошло, то срезы помещают
в термостат при 37° до обесцвечивания фона. Готовые препараты следует
хранить в темноте, так как на солнечном свету они быстро выцветают.
Выявление кровеносных сосудов путем инъекции
ОБЩИЕ ЗАМЕЧАНИЯ
1968. Инъекцию сосудов можно производить шприцем или при помощи
инъекционного аппарата. Какой из инструментов предпочесть, большей частью
дело вкуса. При навыке получается хороший результат и тем и другим спо
собом. ' ч
1969. В качестве шприца рекомендуется обычный рекордовский шприц
емкостью 10—50—100 см3, в зависимости от величины объекта. Если нужно
«вбежать соприкосновения с металлом, то используют шприц для сальварсана
с прищлифовонным -стеклянным поршнем. При употреблении каучуковой
инъекционной массы (см. 1987) необходим поршень с кожаной прокладкой.^

Сердце, кровеносные и лимфатические сосуды
1970. В качестве инъекционного аппарата берут широкую стеклянную
трубку, сужающуюся на нижнем конце и заканчивающуюся вздутием, или жё
используют делительную воронку. В верхнее отверстие трубки вставляют
воронку, служащую для наполнения, на нижнее надевают резиновую трубку,
снабженную винтовым зажимом и ведущую к инъекционной канюле.
Трубку при помощи муфты укрепляют отвесно на штативе Бунзёна;
перемещая ее выше или ниже, устанавливают соответствующее давление; Этот про-
стойг но удовлетворяющий всем требованиям аппарат особенно рекомендуется
для инъекции туши. •
Если нужно инъицировать при сильном давлении, то к верхнему концу
трубки присоединяют двойную резиновую грушу.
Для инъекции теплой массы вместо простой стеклянной трубки удобнее
использовать холодильник Либиха; через него пропускают горячую воду,
а внутреннюю трубку наполняют расплавленной окрашенной массой.
Остальное, как указано выше.
1971. В качестве канюль служат обычно соответствующего размера
стеклянные канюли, изготовляемые самостоятельно. Для того чтобы
закрепить канюлю в сосуде, целесообразно сделать на ней маленькое вздутие.
При инъекции шприцем обычно употребляют металлическую канюлю,
снабженную краном, который препятствует обратному оттоку жидкости или
проникновению воздуха при снятии и новом наполнении шприца. Еще лучше
применять канюлю с двухходовым краном; она дает возможность пополнять
шприц, не снимая его. Между шприцем и канюлей целесообразно вставить
кусок резиновой трубки; этим можно избежать разрывов сосудов, которые
часто происходят при непосредственной насадке. Тонкостенная резиновая
трубка действует, кроме того, в качестве регулятора давления.
1972. Шпаннер, чтобы привязать канюлю в особенно нежных сосудах
молодых эмбрионов, поступает следующим образом. Удаляет боковые стенки
грудной клетки и легкие, накладывает вокруг всего эмбриона очень тонкую
нить, которая при завязывании крепко прижимает к позвоночнику
вставленную в аорту канюлю, так что никакой потери инъекционной массы не
происходит. Чтобы предотвратить выскальзывание канюли при движении трубки,
последнюю проводят через загородку, составленную из булавок.
1973. При всякой инъекции нужно тщательнейшим образом избегать
введения пузырьков воздуха. Для освобождения сосудистой системы от крови
производят промывку физиологическим раствором поваренной соли,
раствором Рингера, 3,3-процентным сернокислым натрием или концентрированным
водным раствором щавелевокислого аммония, к которому для расслабления
сосудистых мышц на 100 см* прибавляют 5 капель амилнитрита. Во
избежание отёка промывка должна быть лишь кратковременной. См. также 1965.
1974. Инъекцию следует производить до наступления свертывания крови
внутри сосудов. JKhbqthux лучше всего убивать наркозом. Теплокровных
инъицируют при нагревании (около 38—40°), холоднокровных—при
комнатной температуре; в противном случае можно легко вызвать рефлекторное
сокращение сосудов.
" 1975. У крупных животных тотальная инъекция часто бывает неполной,
поэтому целесообразно ограничиться лишь интересующим нас органом и пере-
•вязать все ответвления сосудов, не имеющих значения для его инъекций.
1976. Инъицировать следует медленно и вначале при совсем слабом
давлении, которое лишь постепенно несколько усиливают. Высота давления,
количество инъицируемой массы и продолжительность инъекции зависят от
объекта и в каждом отдельном случае определяются опытным путем. Слишком
сильного давления следует избегать из-за образования экстравазатов.
Сразу же после окончания инъекции сосуд, через который вводят
жидкость, перевязывают. При употреблении желатиновых масс орган после

486
Глава XXV
инъекции охлаждают (лучше всего в холодильнике) для того, чтобы масса
возможно быстрее затвердела. Через 1—2 часа фиксируют в формалине
или спирте.
СПЕЦИАЛЬНЫЕ МЕТОДЫ
1977. Инъекция туши. Для выявления капиллярных кровеносных
сосудов особенно пригодной оказалась инъекция разведенного раствора туши; .
Главное преимущество этого способа состоит в легко удающемся наполнении
даже наиболее тонких сосудов, в отсутствии диффузии инъекционной жидкости
(из сосудов в окружающую их ткань) и в ясности микроскопической картины.
Кроме того, при охлаждении не приходится опасаться закупорки канюли, а во
многих случаях инъекцию можно проводить и ненагретой жидкостью.
Для инъекции разбавляют продажную перловую тушь Гюнтера Вагне*
ра, в зависимости от величины сосудов, 2 или 3 объемами физиологического
раствора поваренной соли или раствора Рингера. Важно, чтобы жидкость
перед инъекцией была несколько раз профильтрована. Шпаннер (1931)
предписывает разбавленный жидкостью Рингера раствор 6 раз
профильтровать в тепле, а затем еще центрифугировать 2 раза по 15 мин. После этой
предварительной обработки жидкость проникает и в тончайшие капиллярные
веточки. При инъекции тушью предварительное промывание сосудов большей
частью ненужно; кровь^вымывается из них самой инъекционной ясидкостью,
после чего сосуды зажимают. За ходом инъекции легко следить по уси*
ливающемуся почернению кожи или соответствующего органа. После
окончания инъекции тщательно перевязывают также и приводящие сосуды-,
а объект фиксируют в течение нескольких дней в формалине или спирт-
формалине.
1978. Инъекцию растертой туши впервые рекомендовал Тагучи (1888).
Гроссер (190Q) растирал китайскую тушь с куриным белком. Наконец
Гамбургер (1908) использовал продажную перловую тушь Гюнтера Вагнера;
которую он разбавлял куриным белком (1 : 1) или лошадиной сыво*
роткой (2 : 3).
1979. Инъекция желатины. Инъекцию желатиновых масс производят
преимущественно при нагревании. Органы теплокровных животных, если они
охладились, должны быть перед инъекцией подогреты раствором Рингера,
доведенным до температуры тела. Для обычных срезов необходима
прозрачная инъекционная масса, например карминовая Желатина (см. 1980) или
желатина с берлинской лазурью (см. 1982)] для изготовления просветленных
препаратов поступают по 1984».
1980. Инъекция кармин—желатины. 1 в кармина растворяют в 1—2 см3
аммиака и 6—8 см3 воды и нагревают в колбе на песочной бане, пока не уле*
тучится избыток аммиака (при этом тёмнокрасная окраска раствора
принимает более светлый оттенок). По охлаждении фильтруют. Далее 50 в лучшей
желатины оставляют на 24 часа набухать в дестиллированной воде {избыток
воды отжимают руками) и растворяют, нагревая на водяной бане (при 60Q,
не выше); затем при постоянном помешивании прибавляют такое количество
указанного выше раствора красителя, какое необходимо для получения
интенсивной окраски и, наконец, экстрагируют до светлокрасного тона. После этого
прибавляют 5—10 об.% глицерина, 2—3 вес. % хлоралгидрата (в
концентрированном растворе) и фильтруют через фланель в воронке с водным
обогреванием. Массу хранят в открытой чашке под стеклявным колпаком.
Для инъекции массу расплавляют, помещая ее в теплую воду (около 40°).
Наибольшая трудность при изготовлении хорошей кармин—желатины
состоит в получении надлежащей степени ее нейтрализации. Если в кармин—
желатине слишком много аммиака, то краситель диффундирует сквозь стенку
сосуда в окружающую ткань; при кислой же реакции кармин выпадает более

Сердце, кровеносные и лимфатические сосуды
487
или менее крупными зернами, вследствие чего мелкие сосуды закупориваются
и поэтому инъекция получается неполной. В массе, отличающейся хорошими
качествами/ кармин должен оставаться в коллоидном растворе.
1981. Краузе (1909) оставляет 100 г желатиновых листков набухать 2 часа
в дестиллированной воде. Затем на 30 мин. кладет их-на сито, чтобы стекла
вода, и 2—3 дня окрашивает в борном кармине (100 г буры растворяют в 2 л
горячей дестиллированной воды, прибавляют 15 а кармина и раствор кипятят,
охлаждают и фильтруют). После того как красящий раствор стечет, следует
хорошо промывать обычной водой. Далее листки погружают поодиночке
в 5—10 л 2-процентной соляной кислоты до перехода малиново-красного
цвета в вишнево-красный (не дольше!) и промывают 1 час в проточной воде.
Наконец, когда с окрашенных желатиновых листков стечет вода, их
расплавляют на водяной бане и прибавляют немного камфоры.
1982. Синяя инъекционная масса. Для приготовления синей массы
употребляют концентрированный водный раствор продажной растворимой в воде
берлинской лазури и раствор желатины, как в 1980. Оба раствора помещают
в водяную баню при одинаковой температуре (60°) и при постоянном
помешивании постепенно прибавляют раствор берлинской лазури к желатине;
помешивают до тех пор, пока масса не сделается совершенно однородной, а на
стеклянной палочке более не замечается зернышек краски. После этого
прибавляют 5—10 об. % глицерина и не меньше 2 вес. % хлоралгидрата и все
вместе фильтруют через фланель в воронке с водным нагреванием. Куски,
инъицированные берлинской лазурью, можно далее фиксировать и в
жидкостях, содержащих хромовые соли. Побледневшие куски или срезы вновь
приобретают в гвоздичном масле свою синюю окраску. Если к спирту, служат
щему для обезвоживания препаратов, прибавить немного хлористого железа,
то можно сразу устранить выцветание красящей массы. При помещении
препаратов в раствор двухлористого палладия синяя окраска переходит в темно-
коричневую, которая остается неизменной (Купфер).
Если препараты, инъицированные желатиной (маленькие кусочки) обра-,
ботать осмиевой кислотой, то желатина уже не будет больше набухать в
холодной воде или растворяться в горячей (Ранвье, 1885).
1983. Тандлер (1901) получал желатиновую массу, сохраняющую жидкую
консистенцию при 17°, следующим образом: при легком нагревании
растворяют 5 г желатины в 100 а воды, прибавляют сколько нужно (для более
светлой или же более темной окраски) раствор берлинской лазури и, наконец,
медленно при постоянном помешивании добавляют 5 г йодистого калия. При
прибавлении большего количества йодистого калия можно удерживать массу
в жидком состоянии и при еще более низких температурах.
1984. Желатиновая масса для просветленных препаратов. Для инъекции
тончайших сосудов Шпаннер (1925, 1937) растворяет два листка продажной
пищевой желатины в 100 см3 теплой воды, кладет в раствор немного тимола
и медленно при постоянном помешивании прибавляет порядочное количество
красителя в виде тонкого порошка (цинковые белила, киноварь или кобальт
синий). Если раствор приготовлен с необходимой тщательностью, то
последующая фильтрация через фланель, при которой значительное количество
красителя теряется, оказывается излившей. После инъекции фиксируют в
формалине; можно еще отбелить в 15-цроцентной перекиси водорода. Затем на
ночь кладут в воду и через спирты возрастающей-крепости переносят в бензол.
Наконец препарат помещают в винтергреновое масло с бензилбензоатом,
свободным от хлора (2:1). Для заключения подобных препаратов Шпаннер
рекомендует бальзам, который приготовляют, растворяя при нагревании 55 г
тончайшей светлой скрипичной канифоли в 8 см3 смеси из бензилбензоата
и винтергренового масла (1:1). Препараты лучше заключать в еще теплую
массу.

ГА*?1*^Х*У-
1 Инъекция, желатины с киноварью или с цинковыми белилами имеет еще
и то преимущество, что можно получить хорошие рентгеновские снимки инъи-
дарованных ими сосудов. Для двойной инъекции, например для* выявление
йртерибвенозных анастомозов, Шпаннер использует желатину с цинковыми
бедилами и тушь. Их одновременно инъицируют в артерии и вены црй воз-*
Аржно более одинаковом давлении.
\\ В некоторых случаях]бывает желательно избежать наполнения наиболее
тонких капилляров. Тогда употребляют более густой раствор желатины.
Для приготовления такого раствора листки желатины оставляют на
несколько часов набухать в воде; далее выжимают из них избыток воды,
расплавляют на водяной бане и примешивают значительное количество
киновари. Затем массу сгущают настолько, чтобы капля, нанесенная стеклянной
палочкой на отвесно стоящую стеклянную пластинку, не стекала бы,-
а сразу же застывала, сохраняя фо]рму капли.
; 1986. Для коррозионных препаратов сосудов рекомендуется прежде всего
инъекционная масса, предложенная Шуммером (1935) и называющаяся пла*
стоидом; подробные указания о ее применении уже даны в 866. Для
устранения прозрачности пластоида Шпаннер прибавляет к нему небольшое
количество цинковых белил.
~ Шпаннер расценивает введение Шуммером пластоида как наиболее
крупное достижение в разработке методов коррозионной анатомии со времени
Гиртля. *
1986. Просветленные и коррозионные препараты лучше всего
рассматривать под бинокулярным микроскопом на черном фоне при падающем свете.
Очень удобен конденсор косого света Буша, особенно для различения сложны*
Церекрестов сосудов. Чтобы поворачивать, не повреждая, нежные препараты,
используют предметный столик Лейтца с шаровым шарниром или же
наполненный дробью латунный шарик диаметром 3 см, лежащий свободно в
соответственно вышлифованной латунной трубке высотой 3,5 см (Шпаннер).
1987. Инъекция каучука. Для приготовления препаратов рекомендуется
применять инъекционные массы, содержащие каучук. Эта затвердевшая
инъекционная масса, по своей эластичности сходная с резиной, имеет особые
преимущества по сравнению с прежними ломкими смоляными или восковыми
массами. Инъицированные препараты после затвердевания можно также маце-
рировать в неочищенной срляной кислоте, к которой прибавлена г/в объема
воды. Подробнее об инъекционной технике см. .у Неймайера (1932).
1988. Инъекция клейстера. Наполнение крупных сосудов, секреторных
ходов, суставных полостей и полостей тела очень хорошо удается при помощи
клейстерной массы, первоначально предложенной Паншем (1877), а в
последнее время улучшенной Шпаннером. Преимущество ее состоит в том, что при
уплотнении препарата она не сжимается вследствие набухания муки. Этот,
скорее макроскопический, метод, дает очень красивые результаты в
сочетании с просветлением; дальнейшие указания о нем см. у Шпаннера (1938).
1989. Лимфатические сосуды инъицируют шприцем емкостью около
2 см9. (Лучше всего употреблять для этой цели рекордовский шприц,
модифицированный Бартельсом.) Используют тонкооттянутые стеклянные канюли;
которые вставляют в наконечник ^шприца вместе с полоской лайки. Лучше
всего пользоваться инъекционными массами, предложенными Герота.
Приготовление синей массы по Герота—Б а р-
т е л ь с у: в фарфоровой ступке в течение 5 мин. растирают 2 а прусской
сини (масляная краска в тюбике) или берлинской лазури с 3 а чистого
скипидара^ прибавляют несколько капель эфира и фильтруют через чистую
Замшу, пропиташую скипидаром.
Для инъекции канюлю совершенно полога вкалывают под поверхность,
немного оттягивают ее назад и инъицируют массу, надавливая медленно и

Сердце, кровеносные и лимфатические сосуды
спокойно. Инъекцию производят как можно быстрее после смерти. Краску,
выступившую после инъекции, тщательно смывают под водопроводом, а по-*
следние ее следы стирают ватным тампоном, пропитанным скипидаром,
сочетая это с одновременным лбгким массажем. Препараты оставляют лежать на
несколько часов в покое, а затем длительно фиксируют в формалине 1 :10.
Для микроскопических исследований срезы толщиной 50. р проводят через
спирт и ксилол и заключают в бальзам; дальнейшие указания у БартельСа
(1909) й Гойера (1926). См. также* 1990 и 1992.
" Выявление сосудов и других полостей путем наполнения воздухом
- 1990. Метод с использованием перекиси водорода по Магнусу (1922). Бели
наносить каплями слегка подогретый 3-процентный раствор перекиси
водорода на поверхность свежего, еще теплого органа (или инъицировать его внутрь
органа), то вследствие соприкосновения Н202 с каталазой, находящейся в
лимфатических сосудах, происходит освобождение кислорода, который
проникает в лимфатические пути, сосуды и щелевидные пространства в тканях.
При падающем свете наполненные воздухом части кажутся, благодаря
сильному отражению света, светлосеребряными на темном фоне. При фиксации
5-процентным формалином они некоторое время остаются видимыми.
Свежие препараты, изготовленные при помощи перекиси водорода,
можно, по Краузе (1935), прочно зафиксировать в смеси из 5 частей
96-градусного спирта и 1 части перекиси, без спадания сосудов. Затем их переносят
в абсолютный спирт и эфир. Путем быстрого испарения эфира получают
в таком случае безупречно сухие препараты.
1991. Наполнение ткани воздухом посредством высушивания по Бехеру
(1931) и Фишеру (1933). Кусочки органов после фиксации в формалине, спирте
или жидкости Карнуа разрезают на пластинки толщиной 2—3 мм
обезвоживают в спиртах возрастающей крепости, пропитывают ацетоном, а за- -
тем высушивают навоздухе. Чтобы срезы не скручивались, их высушивают
между двумя слоями фильтровальной бумаги под легким грузом.
Высушивание должно быть закончено в течение 30—60 мин. (можно использовать фен или
эвакуацию), так как чем быстрее оно идет, тем меньшим будет наступающее
при этом сжатие. Высушенный препарат смазывают при помощи стеклянной
палочки тонким ровным слоем бальзама (см. ниже), а нижней стороной прикле- "
ивают густым бальзамом к предметному стеклу. На 2-й день препарат можно
еще раз покрыть бальзамом; после этого просветленный препарат несколько
дней высушивают в прохладном месте на воздухе, затем покрывают
несколько сгущенным бальзамом и накладывают покровное стекло.
Весьма важна консистенция бальзама, служащего для просветления. Он,
прежде всего, не должен быть слишком жидким, так как требуется, чтобы
воздух при этом оставался в канальцах, а не вытеснялся бы проникающим
бальзамом. По этой же причине следует сохранять препараты открытыми до
полного их высушивания, иначе содержащие воздух пространства могут
заполниться бальзамом и через несколько недель. Если это все же
произойдет, бальзам можно удалить, поместив препарат в ксилол, а затем после
предварительной обработки спиртом и ацетоном снова повторить высушивание
и наполнение воздухом.
Краусс (1935) рекомендует в качестве среды для заключения даммаровую
смолу, сгущенную кедровым маслом, к которой он прибавляет еще порцию
расплавленной даммаровой смолы, не содержащей ксилола. Вещество это
подогревают и наливают на препарат, который накрывают покровным
стеклом, слегка на него надавливая.
Этот метод пригоден для выявления кровеносных и лимфатических
сосудов, канальцев желез, межклеточных пространств, соединительнотканных

490
Глава XXV
тяжей, жировых клеток как нормальных, так и патологически измененных
органов (Фишер). К толкованию выявляемых структур необходимо, конечно*
подходить с серьезной критикой.
Готовые, совершенно высушенные препараты могут годами оставаться
неизменными.
1992. Метод паренхиматозной инъекции Фишера (1933 Ь). Этот метод
предназначен специально для выявления лимфатических сосудов. Для его
проведения требуется лишь шприц емкостью 2—5 см? и более тонкая канюля.
Канюлю вкалывают отлого наугад в различных местах области
распространения лимфатических путей. Затем, продвигая иглу вперед или оттягивая
назад, инъицируют под легким давлением/воздух. При этом нужно заботиться
о том, чтобы тонкостенные образования не подсыхали; для этого цнъекцию
производят под водой или же поддерживают орган во влажном состоянии,
периодически поливая его физиологическим раствором поваренной соли. После
наполнения воздухом препараты помещают в холодный физиологический
раствор поваренной соли, а для хранения—в слабую формалиновую воду, в
глицерин с водой (1:1) или в 70-градусный спирт. Препараты сохраняются
в течение некоторого времени.
1993. Метод автоматического наполнения воздухом (Фишер, 1933 с).
Предназначенные для исследования органы извлекают из свежеубитого
животного, фиксируют в формалине (1 : 9 ), промывают в воде и переносят
в 70—90-градусный спирт. После этого препарат несколько раз попеременно
помещают то в водную, то в спиртовую ванну (из 96-градусного спирта),
причем в каждой ванне препарат остается от нескольких минут до
нескольких часов. В течение этих сменяющихся ванн лимфатические сосуды вплоть
до капилляров наполняются газовой смесью, состоящей из паров спирта
и воздуха. Сохраняют препарат в спирте, а наблюдения производят в
падающем свете.
В случае надобности можно перед применением этого метода произвести
серебрение клеточных границ-и окраску клеточных ядер.
Этот метод можно также использовать и для вторичного наполнения
воздухом сосудов в препаратах, изготовленных по 1990 или 1992.

Глава XXVI
ЛИМФАТИЧЕСКИЕ ЖЕЛЕЗЫ, СЕЛЕЗЕНКА
И КОСТНЫЙ МОЗГ
1994. Лимфатические железы. Для приготовления обзорных картин
желез особенно пригодны узлы, встречающиеся в брыжжейке (например, у
копией, - кролика, собаки, человека), которые фиксируют по Гелли или
Максимову, особенно если потом желают использовать методы,
применяющиеся для исследования крови. Для изучения фибриллярного остова
и ретикулярной ткани фиксируют по Гейденгайну («суза») (см. 344) или
Штиве (см. 333).
О количественном определении лимфоидной ткани см. Гелльман (1922).
1995. Хорошо выраженные гемолимфатические железы встречаются
у овцы (в забрюшинной соединительной ткани, книзу от почек, около
крупных сосудов). Железы узнают по более темной красноватой окраске. У крысы
относительно крупные кровяные лимфатические железы лежат позади
поджелудочной желевы. См. Вейденрейх (1905), С. Шумахер (1912).
1996. Для обзорных тсартин окрашивают гемалаун—эозином или по
Доминичи (см. 726)\ для гематологических целей очень хорошие результаты
дает паноптическая окраска по Паппенгейму (см. 1403).
1997. Для выявления эндотелиальной выстилки трабекул слабый (на-
примэр, 0,1-процентный) раствор азотнокислого серебра инъицируют через
приносящий сосуд или же путем укола в самый узел. Через 30 мин.
фиксируют в спирте. Срезы не менее 15
1998. Для выявления изолированной ретикулярной ткани нарезают на
замораживающем микротоме из свежего нефиксированного лимфатического
узла срезы толщиной 20—30 ц. Срезы тщательно расправляют на
предметном стекле и много раз осторожно прикасаются к ним тонкой смоченной
кисточкой из волоса куницы. Свободные клетки пристают к кисточке,
а сетчатый остов остается (кисточный метод; Гис, 1861).
1999. Срезы из предварительно зафиксированных препаратов
встряхивают, по Тису, в пробирке с водой (метод встряхивания). По Бёму и Оппелю
(1912), лучшие результаты и за более короткий срок получают, прибавляя
лягушачью желчь (в результате растворения элементов, лежащих
в петлях?).
2000. При длительном освещении живого животного рентгеновскими
лучами лимфоидная ткань исчезает почти напело, тогда как ретикулярная ткань
остается (Гейнеке, 1905; Эрих Мейер, 190о и другие). Так же действуют лучи
радия (Тис, 1909).
2001. Сеть решетчатых волокон может быть изолирована путем
переваривания срезов в трипсине (см. 1475—1480).
2002. Флинт (1902) производит переваривание кусочков не толще 3 мм
после фиксации их спиртом или по Карнуа. Формалин, хромовую кислоту и ее
соли, а также осмиевую кислоту применять для фиксации не следует. Обра[-
батывают по 1477.

492
Глава XXVI
2003. Для окраски решетчатых волокон особенно пригоден метод
импрегнации, изложенный в 1517—1545. При окраске азаном после фиксации
в «суза» очень красиво выступают ядра, протоплазматическая сеть и
решетчатые волокна (см. Геудорфер, 1921).
2004. Селезенка. Для исследования свежей ткани селезенки приготовляют
мазки из соскоба, взятого с поверхности, разреза по возможности свежего
живого органа. Полученный из органа Мазок размазывают тонким слоем
по предметному стеклу. Часто оказывается целесообразным сперва
разбавить каплю кашицы физиологическим раствором поваренной соли или '
раствором Рингера и разведенную жидкость размазать по предметному
стеклу, как каплю крови (см. 1335). Можно также несколько раз
дотронуться до предметного стекла свежевырезанным кусочком органа. Мазки,
высушенные на воздухе, фиксируют по 1325 и 13$9, влажные мазки—
по. 1330—1335.
Для выявления миэлоидных клеток .пульпы особое значение получили
оксидазные методы (см. 1154—1170).
Кровяные клетки окрашивают методами, приведенными в гл. XVIII.
2005-. Фиксация. Для обзорных препаратов выбирают быстро
проникающие жидкости, как, например, трихлоруксусно—сулемовую смесь (344—345),
жидкости Гелли или Штиве; после них хорошо выявляются и решетчатые
волокна при обработке по 1525—1526.
При гематологических исследованиях фиксируют по Гелли или
Максимову (см. 337 и 338). Для этого обрабатывают маленькие кусочки й действуют
фиксирующей жидкостью не дольше, чем это нужно.
2006. Окраска. Для обзорных препаратов применяют гемалаун—эозин или
окраску по Доминичи. Волокнистые структуры выявляются очень красиво
при окраске азаном, решетчатые волокна лучше всего методом серебрения по
Билыповскому (см. 1525) или методом серебрения с таннином Ачукарро
(см. 1544), или же по Рио-Хортега (см. 1548).
При гематологических исследованиях используют методы, приведенные
в гл. XVIII. Для окраски гемоглобина особенно пригодны методы,
изложенные в 1417 и 1436.
2007-. Чтобы выявить, описанные Молльером, решетчатые и волокнистые
структуры капилляров селезенки, необходимо ее целиком промыть и
растянуть.
По Воронину (1898), промывку и растяжение селезенки производят
следующим образом. У только что убитого животного целиком извлекают орган
и отмывают его от крови; для этого через селезеночную артерию пропускают
подогретый до 37° раствор Рингера (15—20 л), при равномерном давлении
в 1,5 м вод. ст. (или.10 см рт. ст.). Чтобы ускорить вымывание свободных
клеток, Нейберт (1922) советует попеременно заяшмать и разжимать
селезеночную вену; при этом, однако, допустимо увеличение первоначального объема
органа не больше чем вдвое. Через 2—3 часа промытый орган оказывается
совершенно белым. После этого к промывной жидкости прибавляют формалин
(или ясидкость «суза», Нейберт); когда начинает оттекать концентрированная
-фиксирующая*жидкость, окончательно перевязывают отводящие вены и при
повышенном давлении дают органу набухать до 2—3-^кратцого объема. Затем
перевязывают все сосуды и помечают в соответствующий фиксатор. Нейберт
производит через 24 часа еще одну промывку 6—7 л 96-градусного спирта.
Лерез 2—3 дня орган разрезают на мелкие куоочки; которые заливают, как
обычно, в парафин. .
:/ Для окраски промытой и растянутой селезенки рекомендуется азан,
& также тиазиновый красный—железный гематоксилин (см. 1509). Обоими
^методами прекрасно выявляется как протоплазматическая, так ц во*
локнистая сеть.

Лимфатические железы, селезенка и костный мозг
493
2008. Обнаружение железа производят по 1200—1213. Специальную
литературу о селезенке см. Шминке (1916 и 4922) и А. Гартман (1928).
2009. При обработке костного мозга применяют те же методы, что и к
селезенке и лимфатическим железам. Для извлечения мозга лучше всего взять
длинную трубчатую кость, выпилить кусок диафиза и долотом расколоть
костную стенку. Обнаженную таким образом мозговую ткань очень
осторожно, чтобы избежать сдавливания, переносят в фиксирующую жидкость;
лучшими фиксаторами являются) жидкости Гелли, Орта или Максимова.
Для мазков берут красный костный мозг. Для получения мозга из спонгиоз-
ной кости ее зажимают в тиски и мозг выдавливают. После сильного
освещения лучами Рентгена кроветворные элементы костного мозга гибнут
в определенной.последовательности.
2010. Об исследовании костного мозга на живых животных при помощи
стернальной пункции см. 1420—1423.

Глава XXVII
СЛИЗИСТЫЕ И БЕЛКОВЫЕ СЛЮННЫЕ ЖЕЛЕЗЫ
(ВКЛЮЧАЯ ПОДЖЕЛУДОЧНУЮ ЖЕЛЕЗУ)
ОБЩИЕ ЗАМЕЧАНИЯ
2011. Микроскопическая картина железистых клеток в большой степени
зависит от состояния их жизнедеятельности в данный момент. Поэтому
обстоятельное исследование не должно быть ограничено лишь одной стадией
деятельности; оно должно стремиться к охвату всех фаз секреции или всего рабочего
ритма железистой клетки.
2012. В благоприятных случаях удается структурные изменения,
обусловленные секреторной деятельностью, проследить непрерывно на живой
ткани. Для этой цели можно рекомендовать следующие объекты: железы
мигательной перепонки лягушки (техника исследования у Драша, 1889)
трубочки слизистых желез на краю языка лягушки (техника у Билермана,
1882, 1886), панкреатические дольки в брыжжейке мыши (техника у Гирша,
1932 a—d). См. также 146, 147 и 151.
2013. Названные объекты вполне пригодны и для суправитальных
наблюдений. Для этого вырезают кусочки железы, быстро переносят на
предметное стекло, накладывают покровное стекло и окантовывают. Лучше
всего исследовать в собственном тканевом соке. Прибавление искусственных
индифферентных жидкостей, используемых для наблюдения, легко может
вызвать изменения! особенно у зрелых секреторных зерен. Очень
подходящим объектом для суправитальных наблюдений являются краевые
кусочки поджелудочной железы лягушки или саламандры. Прибавляя
соответствующие красители, например янус зеленый (см. 780), нейтральный
красный (см. 772), удается получить также окраску отдельных структур.
2014. Зольгер (1896) советует исследовать замороженные срезы свежих
желез без прибавления жидкости; от высыхания их предохраняет окантовка.
Видимые при этом секреторные гранулы белковых железистых клеток могут
быть законсервированы многодневной фиксацией в формалине, сулеме или
жидкости Альтмана.
2015. Как при суправитальных наблюдениях, так и при изучении
фиксированных объектов стремятся получить последовательный ряд отдельных
секреторных стадий. Для этого перед взятием желез подвергают их каким-
либо воздействиям; например, заставляют животных голодать, а затем
кормят и убивают через определенные промежутки времени. Различные стадии
деятельности клеток железы можно также получить путем механического
или электрического раздражения секреторных нервов. Гирш (1932) в
качестве вспомогательного средства анализа рабочего ритма желез разработал
статистический метод ступенчатого подсчета; для этого устанавливают
произвольно выбранные клеточные стадии, затем путем подсчета через
различные сроки после какого-либо раздражения определяют
последовательность расположения этих стадий, а результат изображают в виде кривой.
2016. Для анализа рабочего ритма железистых клеток весьма ценными
могут оказаться инъекции пилокарпина и атропина. Пилокарпин действует
возбуждающе на нервные окончания железистых клеток; уже через
короткий срок после инъекции он вызывает сильнейшее повышение секреции, что.

Слизистые и белковые слюнные—железы 495
вскоре приводит к истощению опорожненных, лишенных своего секрета,
клеток. (Исключение составляют почки и молочные железы, на которые
пилокарпин не оказывает влияния.) Инъекция пилокарпина побуждает железы
к сильнейшему и аномально быстрому выделению секрета; вследствие этого
железистые клетки, обычно работающие асинхронно или полусинхронно
(Гирш), направляются на соответствующие стадии и, таким образом,
приводятся к общему рабочему ритму, который уже легче анализировать.
Атропин оказывает на нервные окончания парализующее действие,
в связи с чем после инъекции обнаруживают переполненные секретом
железистые клетки.
Способ употребления. Пилокарпин берут в виде Pilocar-
pinum hydrochloricum. Подкожно вводят 1—3 см3 0,1-процентного раствора.
Атропин используют в виде Atropinum sulfuricum. Различные виды
животных обнаруживают неодинаковую чувствительность к атропину. Кроликам
дают подкожно 1 см3 0,5-процентного раствора на 1 кг веса тела. (Для
человека . смертельная доза: 0,1 а!)
2017. Обзорные препараты. Для получения обзорных препаратов
рекомендуется фиксация по Буэну, Штиве, «суза» и т. п. Окрашивать лучше всего
азаном (см. 1489), который резко и ясно подкрашивает базальную мембрану,
благодаря чему прекрасно выступает строение железы. При исследовании
- более тонких цитологических структур число методов фиксации и окраски
определяется типом железы.
ИССЛЕДОВАНИЕ СЛИЗИСТЫХ ЖЕЛЕЗИСТЫХ КЛЕТОК
Фиксация
2018. Труднее всего зафиксировать в слизистой железе зрелые
секреторные капли, которые нередко лучше всего удается наблюдать на свежих
препаратах по 2013. При фиксации же и особенно при последующей
промывке секрет очень легко набухает и растворяется. По Р. Метцнеру (1915)
и Арима (1918), сулема и жидкости, содержащие сулему (а также жидкость
м Гелли), непригодны для фиксации зрелых слизистых (и белковых) гранул..
2019. По Ленгли (1889), спирты, вплоть до 70-градусной концентрации,
вызывают сильное набухание свежих слизистых гранул; более крепкие
спирты вызывают сжатие гранул, придавая им неправильную форму. Так же
действует 0,5—2-процентная осмиевая кислота. Ксилол тоже, повидимому,
не индифферентен,
2020. По Метцнеру, во избежание набухания помещают маленькие
кусочки на 24 часа в смесь: 3 см3 5-процентного .раствора осмиевой кислоты
(приготовляют на 2—3 -процентном растворе поваренной соли) с 1 см3-
насыщенного на холоду водного раствора бихромата калия. Через 24 часа
кусочки промывают в 2-процентном растворе хлористого натрия в'течение 2—4 час..
(вода вызывала бы набухание секреторных гранул). Затем переносят в
70-градусный спирт, который меняют в течение 3—4 час. с такой частотой, чтобы
азотнокислое серебро при прибавлении к пробе не давало больше осадка.
После этого 1 час абсолютный спирт, а далее через бензол в парафин.
Вся обработка спиртами должна продолжаться не более 5 час, в противном
случае кусочки становятся слишком твердыми.
2021. По второму методу Метцнера фиксируют в смеси: 7 см3
5-процентной осмиевой кислоты (приготовляют на 1,5-процентном растворе
поваренной соли) с 1 см? насыщенного на холоду водного раствора бихромата калия.
К 8 см3 смеси прибавляют 3—4 капли дымящейся азотной кислоты. Через
15—20 мин. кусочки переносят еще на 24 часа в такой же раствор, но без
кислоты. Затем промывают в проточной и дестиллированной воде, проводят

.496
Глава, XXVII
через спирт и т. д. Структуры железистых клеток при обоих методах- Метц-
нера сохраняются хорошо. В окружающей ткани, однако, в большинстве
юлучаев * имеет место сильное сжатие.-*.
Окраску гранул слизистых клеток, зафиксированных по 2020 или 2021,
лучше всего производить толуидиновым синим с железными квасцами до
методу Метцнера (см. 698). '?
2022. Для фиксации слизистых желез очень употребительна предло?
женная для этого Шаффером смесь из 1 части формалина и 2 частей
абсолютного спирта; она особенно хорошо сохраняет премуциновые гранулы.
Окраска
2023. Окраска мукозных клеток слизистых желез. Шаффер различает
по отношению к окраске мукозные и мукоидные слизистые клетки. Мукозные
клетки окрашиваются вообще муцикармином, мукгематеином,
гематоксилином Делафильда, сафранином, тионином, толуидиновым синим; они не
окрашиваются или окрашиваются слабо анилиновым синим или кармином Веста.
Мукоидные железистые клетки, наоборот, не окрашиваются первой группой
красителей, второй же окрашиваются хорошо. Кроме того, мукоидные
железы принимают при окраске молибденовым гематоксилином характерный
красно-фиолетовый тон (Ленер, 1923), тогда как мукозные клетки становятся
синими. Дальнейшее отличие состоит в том, что вгмукоидных железистых
клетках, как правило, отсутствуют атрактосомы (Клара, 1937). Отличия в
способности к окраске нельзя считать абсолютными; нет ни одной окраски на слизь,
которую можно было бы назвать действительно специфичной (Клара, 1940).
2024. По Зеелигеру (1937), мукозная слизь должна интенсивно
окрашиваться муцикармином или мукгематеином; она может окрашиваться также
кармином Веста, но не должна окрашиваться молибденовым
гематоксилином. Мукоидная слизь должна интенсивно окрашиваться кармином Веста
и молибденовым гематоксилином, но она также способна более или менее
сильно воспринимать и окраску муцикармином или мукгематеином.
2025. Окраска слизи муцикармином по П. Майеру (1896).
Приготовление раствора: 1 г кармина, 0,5 г хлористого
алюминия (белый, сухой) и 2 см3 дестиллированной воды осторожно
нагревают над слабым пламенем в маленькой фарфоровой чашке, причем все время
помешивают стеклянной палочкой; нагревают до тех пор, пока первоначальг
ная светлокрасная окраска, смеси не перейдет в тёмнокрасную (примерно
через 2 мин.). Затем к еще теплой массе прибавляют, понемногу помешивая,
100 см3 50-градусного спирта. Через 24 часа фильтруют. Окраска.
1 часть основного раствора разбавляют 10 частями дест н ллированной воды
(разбавленный раствор в отличие от основного может сохраняться лишь
короткое время) и окрашивают в нем срезы 5—10 мин.; при этом в красный
цвет долясна окрашиваться только слизь; затем промывка в воде; спирт
и т. д. Ядра предварительно или после этого окрашивают гемалауном.
Если и ядра окрасились в красный цвет, то это указывает на наличие
в краске свободной кислоты, тогда ее осторожно нейтрализуют, прибавляя
по каплям 1-процентный раствор двууглекислого натрия (NaHCOs).
2026. Для слизистых гранул, чувствительных к воде, следует избегать
их соприкосновения с водой также и при окраске. Для этой цели основной
раствор красителя разбавляют 70-градусным спиртом (так называемый
спиртовый раствор муцикармина). Промывку также производят спиртом.
2027. Метод Массона (1910) после фиксации по Буэну: а) окрашивают
ядра гемалауном; б) после промывки в воде окрашивают ткань метаниловым
желтым (5 г в 100 см3 разбавленной уксусной кислоты 1 : 500); в) промь*-
. вают в дестиллированной воде; г) окрашивают слизь 2 часа в разбавленной

Слизистые и белковые слюиные^Яселевы
497
муцикармйне; д) споласкивают в дестиллированной воде; абсолютный спирт;
ксилол; бальзам. Результат: слизь интенсивно красная на желтом фоне,
ядра черные.
2028. Окраска мукгематеином по П. Майеру. Водный раствор: 0,2 г
гематеина растирают с несколькими каплями глицерина, прибавляют 0,1 а
хлористого алюминия, 40 смв глицерина и 60 см3 дестиллированной воды.
Спиртовый раствор: гематеина 0,2 г, хлористого алюминия 0,1 а,
70-градусного спирта 100 см8у, азотной кислоты 1—2 капли. В этих растворах в-синий
цвет должна окрашиваться только слизь.
Применение такое же, как муцикармина. Для выявления ядер
предварительно окрашивают паракармином.
2029. Гематоксилин Делафильда при прогрессивной окраске в
разведенных растворах также дает красивую окраску слизи. Интересно,4что его
способность окрашивать слизь снижается, если достигнута определенная
степень зрелости; очевидно это является результатом изменения
соотношения электрических зарядов (Клара, 1940). Дополнительная окраска эритро-
зином или эозином нередко приводит к уничтожению окраски слизи.
2030. Слизь часто выявляют и при помощи красителей, служащих для
обнаружения эластической ткани, например резорцин—фуксина или орсеина.
2031. Начиная со Штёра (1887) известно, что при употреблении так ндзы-
ваемых специфических окрасок на слизь, наряду с итенсивно окрашенными
слизистыми клетками, почти всегда имеются слизистые клетки не окрашенные
или слабо окрашенные. Это явление основано не на отсутствии или
незрелости мукозных веществ в данной клетке, а зависит от изменения их физико-
химических свойств. Интенсивно окрашенные клетки содержат мукозные
вещества с относительно высоким отрицательным'зарядом. Слизистые
вещества, не окрашивающиеся или окрашивающиеся лишь слабо, обнаруживают
смещение электрического заряда в нейтральную сторону, зависящее от
образования солей или мукоитинсерной кислоты, ослабляющих кислую реакцию
слизи. Способность слизистых веществ окрашиваться указанными выше
красителями базируется на том, что эти красители заряжены положительно
и поэтому окрашивают лишь тканевые структуры с сильным отрицательным
зарядом; к таким структурам относятся слизь и основное вещество хряща,
которые вследствие содержания сложных эфиров серной кислоты
обнаруживают относительно сильную кислую реакцию (Клара, 1940).
2032. Слизистые вещества мукозных желез, остающиеся неокрашенными
при употреблении специфических окрасок на слизь, почти что элективно
окрашиваются кармином Веста. По Секи, такой результат окраски основан
на перезарядке кармина, который при кислой реакции заряжен
положительно, а при щелочной реакции отрицательно (см. 633). Поэтому сильно
щелочной кармин Веста окрашивает лишь те слизистые вещества, которые
имеют относительно положительный заряд. Таким же образом объясняется
сходная с кармином Веста окраска анилиновым синим по методу Маллори
(Клара, 1940).
Впрочем разница проявляется лишь в том случае, если окраска
кармином Веста продолжается не более 20 мин. При удлинении срока окраски до
40 мин. окрашиваются кармином все слизистые клетки (Клара).
2033. Часто применяют также метахроматическую окраску слизи
основными каменноугольными красителями, например сафранином, тионином,
толуидиновым синим. Для этих окрасок по Джузетти(1927) фиксируют
материал в формалине 1 : 9 от одного до нескольких дней и окрашивают
замороженные срезы в насыщенном растворе тионина на 2-процентной карболовой
кислоте. Затем быстро ополаскивают в воде, слабо подкисленной уксусной
кислотой, и исследуют в воде. Результат: слизь интенсивно красно-
фиолетовая, ядра синие. Окраска некоторое время сохраняется в сиропе
32 Б. Ромейс

498
Глава XXVI1
гуммиарабика. Ленер фиксирует в спирт—формалине и прогрессивно
окрашивает в разбавленном водном растворе; тионина.
2034. Окраска по Фейртеру (см. 1898) также дает интенсивную метахро-
матичеркую окраску слизи, которая, в зависимости от рода клеток,
сохраняется то более, то менее длительное время.
2035. Для окраски слизи целестиновым голубым красят 24 часа в
свежеприготовленном водном растворе красителя и затем дифференцируют в воде
или разведенном спирте до тех пор, пока не окажутся окрашенными одни
лишь слизистые клетки (и хрящ). Раствор красителя в 5-процентном растворе
сернокислого алюминия или хромовых квасцов окрашивает также
соединительную ткань метахроматически в красный цвет, а ядра в синий.
Подробности см. 742.
2036. Для выявления мукоидных веществ особое значение имеет мета-
хроматическая красно-фиолетовая окраска молибденовым гематоксилином;
наблюдавшаяся впервые Ленером (1923). Фиксируют в спирт—формалине.
Парафиновые или целлоидиновые срезы на 24 часа или дольше помещают
без предварительной протравы (важно!) в молибденовый гематоксилин
Гельда (см. 1875) или Клара (см. 687), сильно разбавленный
дестиллированной водой до слабой розовой окраски. После соответствующей окраски
промывают в дестиллированной (!) воде; при этом срезы время от времени
контролируют под микроскопом до получения требуемой дифференцировки. Если
пребывание в воде было слишком длительным (несколько часов), то
интенсивность и отчетливость окраски теряются. При удавшейся окраске мукоид-
ная слизь приобретает яркий виннокрасный цвет, коллагеновая
соединительная ткань—красноватый, мукозная слизь и остальные ткани—синий до сине-
черного. Заключают через анизол—гвоздичное масло (1 : 1) и ксилол в цедакс.
По Клара, метахроматическая красная окраска мукоидных веществ
основана, вероятно, на том, что их реакция вследствие образования солей
мукоитинсерной кислоты сдвигается в нейтральную сторону.
2037. Одновременное выявление всех слизистых веществ как мукозных,
так и мукоидных удается при помощи полисахаридной реакции Бауэра
(см. 1104), при этом мукозная слизь окрашивается всегда сильнее, чем мукоид-
ная. В отличие от сказанного в 2031, при этой реакции окраска
распространяется на все слизистые клетки. Окраска основана на химическом
обнаружении веществ полисахаридного характера, которые содержатся во всех
слизистых клетках. Что в данном случае дело идет не о гликогене вытекает
из того, что реакция дает положительный результат и после проведения
слюнной пробы (Клара, 1940).
2038. Для фиксации атрактосом (впервые описаны Шаффером, 1917),
в слизистых клетках бульбо-уретральных желез особенно пригодна жидкость
Гелли (см. 337); они хорошо сохраняются также формалином,
спирт—формалином, «суза» и жидкостью Буэна. Для их окраски Клара (1937) особенно
рекомендует следующую методику: а) срезы протравляют 2 дня или дольше
в 2,5-процентном растворе железных квасцов; б) железный гематоксилин Гёй-
денгайна, 24 часа, затем энергичная дифференцировка в 2,5-процентных
железных квасцах; в) промывают в обычной воде, 1 —2часа; г) подкисленный
0,1-процентный раствор кислотного фуксина, 5 мин.; дифференцируют в обычной воде
(контролируя под микроскопом; если дифференцировка слишком сильная,
то препарат помещают обратно в кислотный фуксин); д) 5-процентная фосфор-
номолибденовая кислота, 24 часа; е) промывают в обычной воде, 3—5 мин.;
ж) окрашивают в анилиновом синем—оранжевом—щавелевой кислоте
по. 1486), 3—5 мин.; з) основательно дифференцируют в 95-градусном спирте
и т. д. Клара переносит целлоидиновые срезы из 95-градусного спирта, для
сохранения их гибкости, через анизол в ксилол. Результат: атракто-
сомы интенсивно окрашены в синий цвет. См. также 2187.

Слизистые и белковые слюнные железы
499
ИССЛЕДОВАНИЕ БЕЛКОВЫХ И ПОДЖЕЛУДОЧНОЙ ЖЕЛЕЗ
2039. Для наблюдения живых и свежих желез применимо сказанное
в 2015. Для секреторных гранул лучше всего применять обычные методы,
употребляемые при фиксации митохондрйев. Особенно хорошие результаты
дает фиксация по Рего (см. 977); в случае надобности можно прибавить
2—3 капли уксусной кислотына 100 см3 фиксирующей жидкости.
Для исследования секреторных гранул удобна поджелудочная железа
амфибцй, так как в ней они особенно крупны.
2040. Для выявления секреторных зерен Лонца фиксирует препараты
в жидкости Ценкера и окрашивает 15—20 мин. в гемалауне; затем промывает,
дифференцирует в спирте с соляной кислотой до тех пор, пока окрашенным
останется только хроматин, снова хорошо промывает. Далее, окрашивает
24 часа в маджента красном (насыщенный раствор в 5-процентной
карболовой воде), промывает в воде, окрашивает недолго в 0,1-процентном
спиртовом (на 70-градусном спирте) растворе светового зеленого,
дифференцирует в подкисленном соляной кислотой спирте (1 капля кислоты на 100 см3
абсолютного спирта) и переводит через абсолютный спирт и ксилол
в.бальзам. Результат: хроматин синий, зерна прозимогена зеленые, зерна зимо-
гена красные, базальные нити синие, ядрышки синие с красным центром.
2041. Гранулы зимогена могут быть также очень красиво выявлены
железным гематоксилином, окраской по Пачини (см. 1499), методами Метц-
нера (см. 2020—2021), Лэйна (см. 2227) и другими способами.
2042. Для выявления митохондриев используют методы, приведенные
в 969—999. Миславский (1913) особенно рекомендует для этой цели
фиксацию в смеси: 80 см3 3- процентного раствора бихромата калия, 20 см3
формалина, 5 см3 1-процентного раствора осмиевой кислоты. Через 48 час
помещают на 7—8 дней в 3-процентный бихромат калия, промывают в воде
и т. д. Для отбеливания перед ркраской Миславский обрабатывает срезы
10-процентным раствором перекиси водорода.
2043. Структуры, называемые эргастоплазмой или базальной исчерчен-
ностью, выявляют, между прочим, фиксацией по Буэну или Карнуа с
последующей окраской по Доминичи (см. 726).
2044. Секреторные капилляры и выводные пути выявляют наиболее
полно быстрым методом Гольджи. Для тонких деталей можно рекомендовать
исследование препаратов, окрашенных железным гематоксилином.
Последний метод можно посоветовать и длябазальных клеток (корзинчатые клетки).
2045. Для пластического выявления выводных путей хорошие результаты
дает инъекция пластоида с последующей коррозией (см. 866). Об
исследовании островков Лангерганса поджелудочной железы см. 2224—2231.
2046. Для выявления симпатической иннервации желез Шампи и его
сотрудники (1946) применяют метод обработки осмием с иодом, предложенный
Шампи в 1913 г. По Куяру (1943), этот метод, повидимому, имеет
гистохимическую основу, так как чернит дифенолы. Симпатическая терминальная
сеть окрашивается им, вероятно, потому, что она пропитана адреналином.
Окончания же холинэргических нервов остаются неокрашенными.
Для фиксации к 1 части 2-процентной осмиевой кислоты.прибавляют,
непосредственно перед употреблением, 3 части 3-процентного раствора
йодистого натрия. Этот светложелтый раствор проявляет большую способность
к диффузии, чем одна осмиевая кислота. Кусочки ткани не должны быть
слишком малы, так как в противном случае обнаруживается лишь действие
осмия (лучше всего величина сторон 5—6 мм). Продолжительность
фиксации не менее 24 час; смесь следует применять в достаточном количестве,
чтобы за 24 часа она не смогла бы полностью восстановиться. После
фиксации промывают в проточной воде;* спиртовый ряд; бензол; парафин.
32*

Глава XXVIII
РОТОВАЯ ПОЛОСТЬ И КИШЕЧНИК
2047. Для фиксации слизистой оболочки ротовой полости применимы ,
все методы, используемые для получения обзорных картин (так, например,
формалин, "спирт—формалин, «суза», жидкость Буэна и т. п.). Окрашивают
гемалаун—эозином по Доминичи, азаном по Массону и по 1564. Для
специальных целей, например для исследования желез, используют, естественно,
соответствующие цитологические методы.
2048. Нитевидные сосочки встречаются, главным образом, в середине
спинки языка, грибовидные—на кончике языка, окаймленные—у корня
языка, где залегают и его фолликулы. Особенно красивые листовидные
сосочки можно найти на боковых краях языка кролика. Для окрашивания,
наряду с обычными способами, рекомендуются окраска азаном, методы
Массона и Пачини с его модификациями.
2049. Вкусовые луковицы, состоящие из опорных и чувствительных
клеток, встречаются главным образом в окаймленных сосочках, а у кроликов
и в листовидных. Маленькие совершенно свежие кусочки эпителия, взятые
из соответствующей области, фиксируют всего лучше в растворе Флемминга;
изготовляют тонкие продольные или поперечные срезы через сосочки и
окрашивают железным гематоксилином или сафранином с генциановым.
фиолетовым (необходима очень точная ориентация направления срезов!).
Для обнаружения вкусовых нервов поступают по 1909.
2050. Для препаратов миндалин особенно пригодны миндалины
кроликов и кошек. Фиксация по Гелли (см. 337) или Максимову (см. 338). При
употреблении метода Пачини (см. 1499) очень красиво выделяется
эпителиальный сетчатый остов (Молльер, 1913).
2051. Для обзорных картин пищевода выбирают мелких животных, так
как у них легче рассмотреть строение отдельных слоев. Для получения
хороших препаратов слизистой желудка и кишечника необходимо фиксировать
материал в возможно более свежем, живом состоянии, так как иначе
эпителий сильно повреждается очень быстро начинающимся самоперевариванием.
При взятии кусочков для микроскопического исследования необходимо
избегать излюбленного у патологов промывания слизистой оболочки обычной водой
и соскабливания поверхности ножом.
2052. Чтобы воспрепятствовать свертыванию кусочков полезно бывает
перед фиксацией растянуть кусочек кишечника на корковой рамке
(эпителием кверху!). При фиксации крупных кусков завязывают один конец
кишечной трубки, наполняют ее небольшим количеством фиксирующей жидкости,
а затем перевязывают второй конец. После этого всю кишечную петлю
помещают в фиксирующую жидкость. При промывке в воде оба перевязанные
конца отрезают.
2053. Для фиксации желудочного и кишечного эпителия особенно
пригодна жидкость Карнуа или «суза». После фиксации (для кишки человека
срок около 12 час.) переносят непосредственно в 96-градусный спирт
Содержимое кишечника, постоянно пристающее к слизистой оболочке, удаляют

Ротовая полость и кишечник
501
тщательно опрыскивая под слоем жидкости спиртом из пипетки, снабженной
резиновым колпачком.
2054. После заливки в парафин резка мускульной оболочки часто
связана с трудностями. Это наблюдается особенно в тех случаях, когда объект
был пропитан толуолом или ксилолом. Зато при применений бензола или
сероуглерода препараты большей частью режутся хорошо, особенно после
предварительного пропитывания метилбензоат—целлоидином по 392. После
целлоидиновой заливки объекты режутся очень легко.
2055. Желудок. В слизистой оболочке желудка различают поверхностные,
добавочные, главные и обкладочные клетки. Кроме того, имеются еще клетки
кардиальных и пилорических желез. У клеток поверхностных, добавочных,
а также у пилорических и кардиальных железистых клеток отношение к
окраскам такое же, как у мукоидных желез. Хотя они окрашиваются,
как мукозные клетки, муцикармином и мукгематеином, но по сравнению с
типичными мукозными железистыми клетками, например "с бокаловидными
клетками кишечника или слизистыми клетками слюнных желез, они
обнаруживают ряд отличий. Так, например, в гематоксилине Делафильда, который
интенсивно окрашивает мукозные клетки в синий ^цвет, они большей частью
остаются неокрашенными. Такие типичные красители слизи, как например
тионин, оставляют мукоидные клетки слизистой оболочки желудка
неокрашенными. Молибденовый гематоксилин Гельда окрашивает их метахромати-
чески в красно-фиолетовый цвет, слизь же в синий (Ленер, 1923). С другой
стороны, поверхностные эпителиальные клетки, добавочные клетки, клетки
кардиальных и пилорических желез окрашиваются интенсивно в красный
цвет кармином Веста, который мукозные клетки оставляет неокрашенными.
Обкладочные клетки желудка им также сильно окрашиваются. Окраска
обусловлена не гликогеном, так как она наступает и после реакции со
слюной (Патцельт, 1929).
2056. Рекомендуется также исследовать различные железистые клетки
желудка прижизненно в изотоническом растворе. Для изготовления
изолированных препаратов особенно пригодна 0,1-процентная осмиевая кислота.
2057. Поверхностные эпителиальные клетки обнаруживают изменения
очень скоро после смерти. При фиксации в свежем (живом) состоянии
спирт—формалином (см. также 2022) или по Карнуа клетки оказываются, как
и прижизненно, заполненными многочисленными зернышками. Если
фиксировать нерез некоторое время после смерти, то все клетки кажутся
превращенными в светлые бокаловидные образования, содержимое которых
окрашивается азаном в синий цвет (Шаффер, 1927).
2058. Дифференциальное выявление железистых клеток слизистой
оболочки желудка по К. В. Циммерману (1925): а) интенсивная окраска в гема-
лауне; б) дифференцировка в подкисленном спирте до откраски
соединительной- ткани; в) окраска в свежем растворе муцикармина (развести 1:10
50-градусным спиртом), до 24 час; г) интенсивная окраска в ауранции
(насыщенный раствор на 50-градусном спирте); д) дифференцировка в 50-градусном
спирте (не слишком сильная, так как потеря краски происходит и] при
обезвоживании); е) спирт; ксилол; бальзам. Результат: поверхностные
эпителиальные клетки—красные, главные—серо-синие, обкладочные—желтые.
2059. Патцельт (1929) рекомендует комбинацию: гематоксилин
Делафильда—кармин Веста—ауранция, но не дает точных технических указаний.
2060. Гамперль (1926) для выявления очень лабильных гранул главных
клеток фиксирует свежие кусочки слизистой оболочки 24 часа в смеси:
формалина 33 см3, 80-градусного спирта 66 см3, уксуснокислого калия
(важно!) 3—6 г. Затем переносит кусочки в 95-градусный спирт, абсолютный
спирт и т. д. Заливка в парафин. Срезы, освобожденные от парафина после
предварительной окраски ядер кармином, помещает на 12 час. в сильно

502
Глава XXVIII
азбавленный бледнофиолетовый водный раствор метилового фиолетового,
атем споласкивает дестиллированной водой и дифференцирует в абсолютном
спирте (обычно около 1 мин.); ксилол; бальзам. Результат: зернышки
главных клеток темнофиолетовые, ядра красные.
2061. Для выявления обкладочных клеток срезы слизистой оболочки дна
желудка после фиксации в жидкости Карнуа или в сулемовых смесях
окрашивают гемалауном и хорошо промывают в проточной воде; затеаГ 2—5 мин.
или дольше окрашивают в разбавленном водном растворе конго красного
(3 см3 1-процентного водного раствора на 100 см3 дестиллированной воды).
После этого дифференцируют в воде или в 50-градусном спирте до тех пор,
пока первоначально перекрашенный препарат, не окажется достаточно
экстрагированным. Абсолютный спирт извлекает краситель очень медленно.
Обезвоживание; ксилол; бальзам. Результат: главные
клетки—синеватые, обкладочные—коричнево-красные. Гранулы эозинофильных клеток
также окрашиваются конго красным (Штинтцинг, 1899).
Препараты, окрашенные конго красным, не должны соприкасаться
с какой-либо кислотой, так как в таком случае красно-коричневая окраска
переходит в синюю.
2062. Обкладочные клетки легко окрашиваются также, особенно после
фиксации в жидкостях, содержащих сулему, эозином, эритрозином и другими
кислотными каменноугольными красителями. Осмиевая кислота делает
гранулы обкладочных клеток коричневыми. При инъекции прижизненных
красителей (нейтральный красный) происходит, по Глесснеру, Виттгенштейну
и Гемперлю (1925), прижизненное накопление красителя, но притом
исключительно в обкладочных клетках.
2063. Корзинчатые залегающие внутриклеточно секреторные капилляры
обкладочных клеток выявляются лучше всего при помощи метода Гольджи
(Мюллер, 1892). Циммерман (1898) переносит срезы, приготовленные по
методу Гольджи (см. 1764), в^смесь из 100 см3 физиологического раствора
поваренной соли и 200 см3 96-градусного спирта на 10—15 мин. (часто
побалтывать); затем оставляет их стоять 12 час. в 75—95-градусном спирте на ярком
свету; при этом происходит восстановление хромового серебра, превращенного
в хлористое серебро. Дополнительная окраска тионином или сафранином.
Тионин окрашивает особенно красиво, если к фиксирующей жидкости (см.
1764) прибавить вместо осмиевой кислоты формалин. Модификация метода
Гольджи, приведенная в 1772, также дает хорошие результаты.
2064. Для обнаружения в слизистой оболочке желудка ионизированного
хлора Лизон (1936) разработал следующий метод, применимый и на других
органах: а)]сосуды наркотизированного животного промывают изотоническим
раствором глюкозы, к которому прибавлено 0,1% нитрита натрия.
Непосредственно вслед за этим промывают раствором из 2 а азотнокислого
серебра, Зеле3 азотной кислоты и 100еле8 дестиллированной воды. Для лучшей
фиксации можно еще прибавить 10 см3 формалина; б) извлекают желудок
и помещают его в такой же раствор на 2—4 часа; в) промывают в 3-процентном
растворе азотнокислого серебра, 12—24 часа (можно с прибавлением 10%
формалина); каждые 2 часа возобновляют; г) заливают в парафин. Срезы
толщиной 5—10 р. промывают в часто сменяемой 3-процентной азотной
кислоте;, помещают в дестиллированную воду. Все предыдущие процедуры при
слабом освещении; д) выставляют на полный дневной свет в проявителе,
который приготовляют непосредственшГперед употреблением, соединяя
равные части следующих основных растворов. Раствор а: метола 4 а,
гидрохинона 8 а, сернистокислого натрия 50 г, бромистого калия 1 г,
дестиллированной воды 1 л. Раствор б: углекислого калия 150 г, дестиллированной воды 1 л.
Продолжительность обработки 5 мин.; е) промывают в дестиллированной
воде. Любая подкраска (квасцовый кармин, гемалаун—эозин) и т. д.

Ротовая полость й кишечник
503
Исследования обнаружили присутствие большого количества
ионизированного хлора на поверхности слизистой оболочки, вплоть до основания
железистых просветов в межклеточных секреторных капиллярах, в
поверхностных клетках, в соединительной ткани, но не в обкладочных клетках,
в которых во время секреторной фазы ионизированный хлор не
обнаруживается; тем не менее наличие неионизированного хлора в связанном
состоянии не исключается.
2065. Тонкая кишка. При фиксации тонкой кишки трудно сохранить
естественное состояние тканей, так как даже при взятии свежего живого
материала обычно наступает сокращение гладких мышц как в ворсинках,
так и в стенке кишки, ведущее к отделению эпителия (пространства Грюнга-
гена, разрыхление верхушек Либеркюна) и к более или менее сильным
разрывам подслизистой оболочки.
Во избежание подобных исключительно легко появляющихся
артефактов, Вольф-Гейдеггер (1939) советует при фиксации тонкой кишки (как
и других полых органов) применять экстракт кава-кава, который
уничтожает в большей или меньшей степени способность гладких мышц реагировать
на раздражающее действие фиксаторов. У глубоко наркотизированного
животного сосудистую систему промывают через аорту экстрактом кава,
подогретым до температуры тела (для кошек, например, нужно 400—500 еле8).
Сразу после этого извлекают куски кишечника и осторожно разрезают
против места прикрепления брыжжейки; после этого либо сразу фиксируют
в «суза», либо кладут в экстракт кава-кава при комнатной температуре и
помещают на 5—10 мин. в холодильник при —1°; затем фиксируют в
охлажденном на льду растворе «суза».
Приготовление экстракта кав а-к а в а. 250 см3
раствора Рингера подогревают до 80° и при постоянном помешивании
прибавляют 15 г порошка кава-кава (Radix kava-kava subtilis). Затем в нескольких
кубических сантиметрах жидкости Рингера растворяют небольшое количество
(на кончике ножа) диастазы и прибавляют ее к взвеси кава-кава,
охлажденной до 37°. После 2,5 часового стояния при 37° отстоявшуюся
желто-коричневую прозрачную жидкость, содержащую действующее начало,
отфильтровывают от осадка. Фильтрат не очень устойчив й его следует употреблять
по возможности в свежем состоянии.
2066. Если на разрезанных кусках кишки желательно избежать
отслаивания, то их оставляют лежать около 30 мин., предохранив от высушивания ~
(например, в чашке Петри, на слое фильтровальной бумаги, смоченной
физиологическим раствором поваренной соли). Для цитологических исследований
эти препараты во всяком случае уже не пригодны.
2067. В тонкой кишке следует различать клетки, снабженные кутику-
лярной каймой, бокаловидные, клетки Панета (или оксифильные) и базально-
зернистые (желтые или энтерохромаффиновые) клетки. Кроме того,
в двенадцатиперстной кишке имеются еще бруннеровские железы.
2068. Исследование митохондриев, вещества Гольджи, гликогена и жира
производят соответствующими методами, ' изложенными в предыдущих
главах. Кутикулярная каемка хорошо фиксируется формалином, а также
смесями, содержащими бихромат калия с формалином. Для окраски ее
палочковидной структуры пригодны железный гематоксилин и азан; Патцельт
(1928) особенно рекомендует кармин Веста. При обработке свежего препарата
водой или уксусной кислотой кутикулярная каемка может быть отделена
в виде мембраны, простирающейся над многими клетками.
2069. Бокаловидные клетки. На совершенно свежих препаратах слизь,
более или менее заполняющая теку бокаловидных.клеток, состоит из
умеренно светопреломляющих, матово-блестящих зернышек. При набухании
зернышек слизь принимает более гомогенный вид. Более тонкая структура

504
Глава XXVIII
бокаловидных клеток очень быстро претерпевает постмортальные изменения.
Большинство водных, особенно кислых или щелочных реактивов вызывает
набухание; при этом клетки на разрезе принимают весьма разнообразный вид..
Спирт—формалин, бихромат калия—формалин, насыщенный водный
раствор пикриновой кислоты, а также обработка по методам Метцнера
(см. 2020—2021) хорошо фиксируют и зрелые слизистые зернышки. Окраску
производят гематоксилином Делафильда, муцикармином, мукгематеином.
Сафранин, тионин, толуидиновый синий окрашивают их метахроматически.
Подробности см. 2033. По Патцельту (1928), слизь бокаловидных клеток
кармином Веста не окрашивается или окрашивается слабо.
2070. Кйетки Панета встречаются^ особенно часто в области тонкой
кишки. В слепой кишке и червеобразном отростке они более редки> в
ободочной и прямой кишке в лучшем случае находятся одиночные клетки. Как
в отношении распределения, так и внешнего вида клеток существуют
различия между отдельными видами животных (см. Беккер, 1934; Патцельт,
1936). У собаки и кошки они отсутствуют. О.ксифильные гранулы хорошо
сохраняются при фиксации формалином. Еще лучше фиксируют смеси бихрот
мата калия с формалином Копша, Рего, Орта. После всех этих фиксаций
гранулы хорошо окрашиваются кислотными красителямиу такими, как эозин,
оранжевый, кислотный фуксин. Очень хорошо выявляются они также при
фиксации и окраске по Альтману (см. 974 и 991). Клетки Панета следует
рассматривать как особый вид секреторных клеток, стоящих ближе к слизистым,
чем к альбумоидным железистым клеткам (Патцельт, 1936; у него дана также
подробная сводка).
2071. Базалъно-зернистые клетки. При изучений в свежем состоянии
зернышки этих клеток обнаруживают часто, но не всегда собственную
желтоватую окраску. В флуоресцентном микроскопе они отличаются яркой
золотисто-желтой собственной флуоресценцией (Эрёс, 1932).
Базально-зернистые клетки особенно многочисленны в краниальной
части двенадцатиперстной кишки морской свинки.
2072. Базально-зернистые клетки нужно фиксировать в совершенно
свежем состоянии, ибо зернышки чрезвычайно чувствительны к автоли-
тическим процессам. В качестве фиксаторов используют формалин или смеси
бихромата калия с формалином по Копшу, Рего или Орту. В особенности же
рекомендуется уксуснокислый свинец—формалин по Лизону (1931), который
стабилизирует специфическое* вещество зернышек и устраняет дальнейшее
их растворение (см. 2073). Пикриновая, уксусная я трихлоруксусная
кислоты, крепкий спирт, сулема, а также смеси, содержащие эти вещества
в больших количествах, для фиксации непригодны.
При обработке растворами, содержащими хром, зернышки обнаруживают
открытую Шмидтом (1905) «хромовую реакцию». Она основана, однако, не на
специфическом соединении с хромом, а на частичном окислении содержащегося
в зернышках фенолоподобного вещества и на образовании путем сочетания
с еще неокисленной частью хинонового соединения, окрашенного в желтый
цвет (Гамперль, 1925). Желтая окраска появляется также и после действия
2-процентных растворов иодноватокислого натрия или перманганата калия.
2073. Фиксация уксуснокислым свинцом—формалином по Лизону (1931).
Состав фиксатора: уксуснокислого свинца 3—5 г, формалина (40-процентного)
10 см3, дестиллированной воды 100 см3*
Лизон особенно рекомендует эту жидкость для гистохимических
исследований. Она фиксирует лучше формалина и допускает все гистохимические
реакции, соединимые с фиксацией водными растворами. Кроме того, pH
жидкости вследствие буферного действия остается весьма константным, что
важно в тех случаях, когда желательно иметь жидкость с pH, лежащим около
нейтральной точки.

Ротовая полость и кишечник 505
: —
Легкое помутнение раствора не вредно. Раствор можно также подкислить
2—3-процентной уксусной кислотой, отчего он делается прозрачным.
2074. В зернышках базально-зернистых клеток содержится
производное о-диоксибензола, которое в я-положении несет не определенный еще точно
остаток. Эта боковая цепь обусловливает растворимость' зернышек в
крепком спирте и сильных кислотах, а также их способность консервироваться
формалином (Клара, 1933).
2075. Окраска бавалъно-зернистых клеток. После фиксации в названных
смесях с бихроматом калия зернышки окрашивают гемалаун—эозином или
по способу Доминичи в различные оттенки желто-оранжевого цвета; после
фиксации в растворах, лишенных хрома, они имеют насыщенно красный цвет.
2076. Клара (1932) особенно рекомендует окраску молибденовым
гематоксилином Гель да, который окрашивает зернистость. базально-зернистых
клеток в коричнево-черноватый тон, ясно отличающийся от всех остальных
оттенков на срезе. Методика: фиксируют в нейтральном формалине
1 : 9 по 2073; целлоидиновые или парафиновые срезы без предварительной
протравы (важно!) переносят из дестиллированной.воды в молибденовый
гематоксилин Гельда (см. 1875), который разбавляют дестиллированной водой
настолько, чтобы раствор сделался совсем нежнорозовым. Если через 24 часа
окраска оказывается недостаточно интенсивной, то прибавляют новую каплю
.основного раствора. Из раствора красителя срезы переводят на несколько
минут в дестиллированную воду, а затем в обычную воду. При перекраске
срезы можно отдифференцировать в обычной воде. Спиртовый ряд; ксилол;
бальзам. Результат: ядра синие, зернышки в базально-зернистых
клетках от коричнево-черных до зеленовато-черных.
При анализе процесса окраски можно различать две фазы: очень быстро
наступающую желтую окраску зерен, а затем постепенно появляющееся
коричнево-черноватое окрашивание. Первая фаза основана на образовании
комплексного соединения производного о-диоксибензола, содержащегося
в зернах, с молибденом; вторая, повидимому, на химическом соединении
этого производного с лаком молибденовая кислота—гематоксилин.
Результату окраски Клара приписывает значение микрохимической реакции,
Очень хорошую избирательную окраску базально-зернистых клеток
дают галлоцианин и галламиновый синий (0,1 а на 100 см3 дестиллированной
воды). Продолжительность окраски—24 часа, затем промывка в
дестиллированной воде; спиртовый ряд и т. д. Зернышки почти черные (Клара, 1935).
2077. Особое значение для выявления базально-зернистых клеток имеет
обнаруженная Массоном (1914) способность их реагировать с аммиачным
раствором серебра. «Серебряную реакцию» проводят по методу,
приведенному в 1129. Реакция дается после фиксации в формалине, а также в смесях
Рего, Копша, Орта или Лизона. При этой реакции также сначала путем
окисления производного диоксибензола образуется желтое хиноновое
соединение; выпадение же восстановленного серебра происходит лишь вторично
(Жерар, Кордье и Лизон, .1930).
2078. Бруннеровы ^железы. Секреторные зерна бруннеровых желез в
свежем состоянии хорошо фиксируются сулемой с поваренной солью,
формалином или спирт—формалином. После такой предварительной обработки их
лучше всего окрасить кармином Веста (Патцельт, 1928). Муцикармин,
мукгематеин или гематоксилин Деляфильда после фиксации
спирт—формалином окрашивают их слабо. При применении молибденового гематоксилина
они, в отличие от сине-серых бокаловидных клеток, получают
красно-фиолетовую окраску. Тионин и сафранин не дают метахроматической окраски.
2079. Для исследования лимфатических фолликулов особенно пригодны
Пейеровы бляшки, которые отыскивают макроскопически, вырезают и
фиксируют, например, по Гелли или Максимову. Окрашивают гематологиче-

506
Глава XXVIII
скими методами, приведенными в гл. XVIII. Так же поступают при
исследований диффузной лимфоидной ткани в слизистой оболочке кишечника.
2080. Для получения плоскостных препаратов лимфоидной кишки
человека Гелльман (1922) помещает извлеченную и взрезанную по линии
прикрепления брыжжейки кишку на несколько дней в проточную воду. Затем
он нарезает ее на куски длиной 15—20 см, расправляет на фильтровальной
бумаге и помещает в 2—3-процентную уксусную кислоту на 2—5 дней до
тех пор, пока она не станет совершенно прозрачной. После этого куски
подвешивают на 2—3 часа в проточную воду и 12—60 час. окрашивают в
гематоксилине Гарриса, разбавленном дестиллированной водой в отношении 1:100.
(Можно использовать и другие гематоксилиновые растворы.) После сильной
прокраски куски дифференцируют в 2—3-процентной уксусной кислоте до
того момента когда солитарные фолликулы начнут резко выделяться на
почти неокрашенном фоне (через 12—24 часа). Затем промывают в воде
и сдирают серозную и мышечную оболочки, после чего лимфоидная ткань
выступает очень красиво. Для консервирования куски помещают в жидкость,
предложенную Кайзерлингом или Иоресом (см. 858 или 860).
2081. Приготовление раствора гематоксилина по Гаррису (1898).
1 г геаДатоксилина растворяют в 10 см3 абсолютного спирта; 20 г калийных
квасцов растворяют при нагревании в 200 см3 дестиллированной воды. Через
24 часа оба раствора соединяют и прибавляют 0,5 г красной или желтой
окиси ртути. После этого раствор нагревают до кипения, остужают и через
24 часа фильтруют. Тёмнокрасная, жидкость сразу годна к употреблению.
2082. Фосс (1924) проводит готовые препараты через спиртовый ряд
в тетралин или наполняет ненарезанные, окрашенные и дифференцированные
куски кишечника после воды салом, затем препарат свободно подвешивают
на воздухе. Через 1—2 недели сало осторожно растапливают в термостате,
а высушенный кусок кишки обезжиривают в кипящем .бензине.
Непосредственно после этого его обмазывают смесью льняного масла с ксилолом.
(1:1) и высушивают.
2083. У молодых животных слизистая оболочка кишечника более богата
лимфоидной тканью, чем у старых; с возрастом лимфоидная ткань постепенно
уменьшается. Количество ее различно у разных видов животных: наиболее
богаты лимфоидной тканью свинья, человек и обезьяна;
беднее—парнокопытные, жвачные и хищники (Элленбергер, 1906).
2084. О лейкоцитарных элементах слизистой оболочки млекопитающих
см. у П. Вейлля (1919). Животное умерщвляют через 2—4 часа после
обильного кормления, фиксируют 2 часа при 37° в жидкости Гелли (см. 337),
окрашивают по 659, 726,1403,1407. Вейлль для окраски метиловым зеленым—
пиронином соединяет перед употреблением 35 см3 1-процентного раствора пи-
ронина с 15 см3 1-процентного раствора метилового зеленого, окрашивает
3 мин., быстро споласкивает водой и обезвоживает ацетоном.
Тонкие гладкие мышечные клетки в слизистой и подслизистой оболочках
выявляются лучше всего при помощи методов, приведенных в 1498 и 1730.
2085. Совокупность экстрамуральных нервов и интрамуральных
нервных сплетений желудка и кишечника (Ауербахово^сплетение, Мейснерово
сплетение и т. д.) лучше всего выявлять при помощи суправитальной окраски
метиленовым синим, по Шабадашу (см. 1941—1946, а также работы Шаба-
даша, 1930—1936). Для обнаружения тонких иннервационных отношений
можно рекомендовать в первую очередь метод Билыповского в
модификации Грос—Шультце (см. 1793), которая, как показал особенно Штёр (1930),
дает превосходные картины. В Авербаховом сплетении кошки этот метод
почти всегда хорошо импрегнирует одни лцрь ганглиозные клетки II типа,
у кроликов же—главным образом клетки I типа (Штёр, 1930). Литература
о желудке—у Пленка (1932), о кишечнике—у Патцельта (1936).

Глава XXIX
ПЕЧЕНЬ
2086. Для обзорных препаратов, на которых должно быть показано
дольчатое строение печени, лучше всего взять печень свиньи, у которой
дольки печени хорошо отделены друг от друга обильно развитой
междольчатой соединительной тканью. У человека же, как и у большинства других
животных, отдельные дольки по большей части более или менее слиты
и междольчатая соединительная ткань соответственно этому развита слабо.
В эмбриональный период печень характеризуется наличием очагов
кроветворения. У человека кроветворная деятельность достигает своей высшей
точки на 5-м месяце беременности (Молльер, 1909). У цыпленка Гафф (1914)
находит два периода: первый на 7—9-м дне насиживания и второй от 11-го дня
до конца эмбрионального развития (высшая точка на 14 дне).
2087.. По Гейденгайну (1903), для изоляции печеночных клеток и балок
лучше всего убить животное обескровливанием и сделать со свежей
поверхности разреза неожиревшей печени скальпелем соскоб, который
исследуют частью в свежем состоянии, частью же 24 часа обрабатывают
дальше по 1277—1279. Особенно крупные печеночные клетки наблюдаются
у кролика (средний поперечник клетки 25,7 |х; см. также табл. 6 у
Пфуля, 1932).
Тонкая цитологическая структура секреторных клеток печени может
принимать совершенно различный вид в зависимости от питания. Подробный
обзор данных о влиянии на структуру печени питания, голода и некоторых
экспериментальных условий см. у Пфуля (1932).
2088. Выбор метода фиксации зависит от цели исследования. Для
обзорных препаратов пригодны почти все фиксирующие жидкости, служащие
для общих целей, например формалин—сулема—ледяная уксусная кислота,
ясидкости Гелли или Буэна и т. п. Для обнаружения жира фиксируют в
формалине и обрабатывают по 1040, митохондрии выявляют по 969—998,
гликоген по 1090—1107. Для гистологического обнаружения капель отложенного
белка Берг (1927) рекомендует метод окраски метиловым зеленым—пирони-
ном (см. 723). Фиксация по Гелли.
2089. Для выявления темных клеток печени Фишлер и Рёкль (1938)
окрашивают замороженные срезы фиксированного материала разведенным
гематоксилином Эр лиха (1 : 10). Продолжительность фиксации от
нескольких часов до 2 дней, пока срезы не почернеют. После промывки в обычной
воде дифференцировка в* буре с железосинеродистым калием по 1822
(разбавить дестиллированной водой 1 : 10) или в растворе железосинеродистого
калия 2,5 г,- NaHC03 2,0 г, дестиллированной воды до 1 л\ дифференцируют.
до тех пор, пока срезы не сделаются темносерыми и несколько прозрачными.
Затем хорошая промывка в обычной воде; спирт; ксилол; бальзам. Разу л ь-
т а т: темные клетки от темносине-серых до коричневато-фиолетовых.
2090. Выявление" решетчатых волокон производят- методами
импрегнации, приведенными в гл. >Х1Х; см. 1499—1504.

508
Глава XXIX
2091. Обнаружение купферовеких звездчатых клеток (ретикулоэндо-
телий, эндоциты по Циммерману) лучше всего удается при помощи
прижизненной окраски трипановым синим .(см. 762) или литиевым кармином (см. 770).
Вместо красителей можно также применять тонкие суспензии туши,
колларгола, киновари и т. п.
Для выявления этих клеток Купфер (1899) растирал около 0,5 а черной
туши в 10 см3 физиологическрго раствора поваренной соди и инъицировал
суспензию кролику интравенозно (в яремную вену или, проще, в ушную вену).
%Через 24—36 час. животное убивают, а печень фиксируют любым способом.
На срезах обнаруживают звездчатые клетки, сильно заполненные зернышками
туши. ~ -
Такой же результат получают при подкожной или внутрибрюшинной
инъекции продажного раствора туши (например, туши пеликан Гюнтера
Вагнера). Животные для опыта: мышь, крыса, лягушка и т. п.
Чашин (1913) инъицирует кроликам 4—5 раз с 2-дневными интервалами
4—5 см3 1-процентного раствора колларгола (интравенозно). Фиксация в
10-процентном формалине, замороженные срезы или заливка в парафин.
2092. Венозные кровеносные сосуды печени лучше всего инъицировать
через воротную вену; при этом после недолгого промывания следует
перевязать нижнюю полую вену. В противном случае получается неполное
заполнение сосудов. Можно одновременно выявить и артериальные сосуды, инъи-
цируя их другой краской.
2093. Для выявления нервов по Ригеле (1928) печень свежеубитого
животного основательно промывают до полного удаления крови
0,75-процентным раствором поваренной соли, инъицируют через печеночную артерию
и воротную вену при одновременном вскрытии нижней полой вены. После
этого таким же путем инъицируют печень формалином 1 : 4, затем разрезают
на маленькие кусочки и сразу же помещают в формалин 1 : 10. Раствор
формалина 2—3 раза сменяют, после чего он не должен уже быть мутным и
желтым. Выявление нервов производят "по методу Грос—Шультце (см. 1793).
ИССЛЕДОВАНИЕ ОБРАЗОВАНИЯ ЖЕЛЧИ И ЖЕЛЧНЫХ ПУТЕЙ
2094. Прижизненное наблюдение желчных капилляров удается при
помощи техники, предложенной Гиртом и Эллингером (1929а) и сводящейся
к впрыскиванию флуоресцина и наблюдению через опак-иллюминатор в
ультрафиолетовом свете; удобный объект длц исследования печень лягушки
(см. также 63—67 и 151).
2095. Метод Форсгрена (1928) для микроскопического выявления
образования желчи хлористым барием. При обычных фиксациях составные части
желчи не выпадают, а вымываются. Чтобы их сохранить Форсгрен помещает
кусочки печени, толщиной 3—4 мм, на 6—12 час. в 3-процентный раствор
хлористого бария (раствор берут в избытке, например 100 см3 на 5 кусочков).
Затем дополнительная фиксация 12—18 час. в формалине 1:9. После этого
быстрое промывание в спирте и заливка в парафин. Толщина срезов 5 [х.
-Окраска: а) срезы помещают на 1—3 мин. в 0,1-процентный водный
раствор кислотного фуксина; затем промывают в дестиллированной воде;
б) 1-процентная фосфорномолибденовая кислота, 30—60сек.; тщательная
промывка в дестиллированной воде; в) анилиновый
синий—оранжевый—щавелевая кислота по I486, 3—5 мин. Промывка в дестиллированной воде и т. д.,
как в 1486. Р е з у л:ь т а т : содержимое желчных капилляров и часть зерен
в печеночных клетках интенсивно красные, ядра синие или оранжевые, куп-
феровские звездчатые клетки синие, эпителий желчных протоков синий,
соединительная ткань тоже синяя, эритроциты оранжевые. /

Печень
509
Самую наружную зону блока целесообразно срезать, так как обычно она
окрашивается плохо. В случае окраски кислотцым фуксином Форсгрен
растворяет 0,1 г в 100 см8 0,01 н. HCl. Окраска: а) окрашивают 1—3 мин.;
промывают в дестиллированной воде; б) окрашивают в растворе 2 г оранжевого
G и 0,5 г анилинового синего в 100 см8 0,01 н. HCl, 3—5 мин.; в) промывают
в дестиллированной воде; спирт; ксилол; бальзам.
2096. По Форсгрену (1928, 1929) образование желчи так же, как и
образование гликогена, следует закономерному автономному 24-часовому ритму,
который, повидимому, не зависит от питания. У кроликов максимум
образования гликогена около 9—10 час. утра, минимум около 14—16 час.
Формирование гранул желчи происходит как раз обратным образом. У белых мышей
максимум образования гликогена в марте между 20 и 2 час, минимум—между
12—17 час; в феврале максимум между 3—8 час. Гольмгрен (1933) смог
установить ч некоторый 24-часовой ритм и для жира.
Выявление желчных капилляров путем инъекций
2097. Инъекция берлинской лазури. Концентрированный раствор водно-
растворимой берлинской лазури лучше всего иньицировать через печеночный
проток или через желчный проток. В последнем случае* окрашенной массой
заполняется сначала желчный пузырь, и лишь после этого через печеночный
проток наполняются желчные ходы. При этом способе выявления капилляров
часто приходится бороться с экстравазатами; кроме того, он удается обычцо
лшш/на ограниченных, большей частью периферических участках
печеночных долек.
У мелких животных Ранвье инъицирует желчные капилляры через
желчный пузырь.
По Краузе (1922) инъекция особенно дегко удается у голубя, а именно
через левый печеночный проток, который можно легко найти, подняв правую
долю печени и разъединив оба колена дуоденальной петли.
Некоторые животные (например, лошадь) не имеют желчного пузыря.
2098. Метод физиологической самоинъекции по Хржонгцевскому (1864
и 1866). В наружную яремную вену трижды в течение 1,5 час инъицируют
насыщенный водный "раствор индиго-кармина (собаке за 1 раз 50 см8, кошке
30 см8, взрослому кролику 20 см8). По истечении этого времени животное
убивают и маленькие кусочки печени фиксируют абсолютным спиртом. Можно
также дополнительно инъицировать сосуды кармин—желатиной и
уплотнить спиртом; получается одновременно естественная инъекция желчных
капилляров индиго-кармином и инъекция кровеносных сосудов кармин—
желатиной.
Если время умерщвления было выбрано удачно, то на срезах из
зафиксированной таким путем печени обнаруживаются желчные капилляры,
наполненные индиго-кармином, который был выделен туда из кровеносных и
лимфатических путей печеночными клетками.
2099. У лягушек можно сделать инъекцию еще проще: в лимфатический
мешок лягушки инъицируют около 2 см8 водного раствора индиго-кармина;
через несколько часов животное убивают, печень фиксируют в абсолютном
спирте и обрабатывают дальше.
2100. На выцветших инъекционных препаратах окраску можно освежить
гвоздичным маслом.
2101. К. Оппенгеймер (1923) после кормления шарлахом красным
(растворенным на оливковом масле) наблюдал оранжево-красную окраску
желчных капилляров и" средних желчных протоков. Окраска становится еще
интенсивнее, если к раствору красителя примешать холестерин. Фиксация
в формалине. Замороженные срезы.

510
<Глава XXIX
Выявление желчных капилляров путем импрегнации
2102: Выявление желчных капилляров двухромовокислым серебром (Бём А,
см. Купфер, 1889). Свежие кусочки печени величиной не более 1 см*
помещают на 3 суток в следующую жидкость, предложенную Рамон Кахалем для
других целей: 3-процентного раствора бихромата калия 4 части, 1-процент-
нбго раствора осмиевой кислоты 1 часть. Из этого раствора переносят на
24—48 час. в 0,75тпроцентный водный раствор азотнокислого серебра. Затем
кусочки промывают в дестиллированной воде, дополнительно уплотняют '
спиртом и режут. Импрегнированные желчные капилляры черно-коричневые.
• 2103. Браус (1896) импрегнирует желчные капилляры азотнокислым
серебром пойле фиксации в смеси из 3 частей 0,33-процентного раствора
хромовой кислоты или жидкости Мюллера и 1 части формалина. Нередко
удается получить хорошие результаты путем повторного переноса кусочков
из хромового раствора в серебро даже по истечении нескольких недель.
Можно использовать также метод Копша (см. 1772).
Выявление желчных капилляров путем окраски
2104. Гольмер (1927) фиксирует по возможности свежий материал в
форма л 1не (1 часть на 4—10 частей 0,9-процентного раствора поваренной соли)
и заливает обычным способом в парафин (или целлоидин). О к р а с к а: -а)
освобожденные от парафина срезы из дестиллированной воды помещают на 3—5
(лучше 30—45 мин.) в раствор полуторахлористого железа; б) промывают
в дестиллированной воде до обесцвечивания срезов (не слишком долгоI);
в) окрашивают в созревшем 0,5-процентном растворе гематоксцлина, 5—10'
(лучше 20—30) мин. (1 а гематоксилина растворяют в 100 см8 горячей
дестиллированной воды; после созревания перед употреблением разбавляют равным
количеством дестиллированной воды);, г) быстро споласкивают в
дестиллированной воде; д) дифференцируют в сильно разбавленном растворе полутора-
хлористого железа (лимонного цвета), все время шевеля препарат.
Нормальная ткань печени при этом становится серой; е) быстро ополаскивают водой;
ж) погружают в насыщенный водный раствор углекислого лития до
появления стального синего цвета на несколько секунд; з) несколько минут
промывают в воде; спирт; ксилол; бальзам. Результат: желчные капилляры
имеют вид резко контурированных трубочек.
По Клара (1934), этот метод удается еще лучше после фиксации в спирт—
формалине (см. 2022) или в формалин—абсолютном спирте—ледяной уксусной
кислоте (20 : 80 : 1).
2105. Парафиновые срезы из материала, фиксированного любым
способом (кроме, однако, спирта и жидкости Кайзерлинга) Отами (1926)
протравляет 1—2 часа в насыщенном растворе бихромата калия (при 37°); затем
прополаскивает 5—10 сек. в дестиллированной воде и окрашивает 5;—60-мин.
при 37° гематоксилином по Кульчицкому (см. 1825). После этого
дифференцирует в растворе буры по Вейгерту (см. 1822). Промывка; спиртовый ряд;
ксилол; бальзам. Результат: желчные капилляры темносиние,
печеночные клетки серо-коричневые.
2106. Сходной является пропись Клара (1933—1934). Фиксация по 2104.
Заливка в целлоидин. Окраска: а) срезы протравляют 24 часа при
40—-50° в следующей смеси. Раствор а. Бихромата калия 2 а, хромовых
квасцов 1 а, дестиллированной воды 30 сие8. Раствор б. Молибденовокислого
аммония 2,5 а, хромовой кислоты 0,25 а, дестиллированной воды 100 см3. Перед
употреблением смешивают равные количества растворов а и б; б) быстро
промывают в дестиллированной воде; в) окрашивают сутки гематоксилином
по Кульчицкому (см. 1825) при 37°; г) промывают в обычной воде;

д) дифференцируют в буре с железосинеродистым калием (см. 1822);
е) основательно промывают в обычной воде; ж) обезвоживают; ксилол;
бальзам. Результат: ядра черно-синие, цитоплазма серо-голубая,
клеточные оболочки желто-коричневые, желчные капилляры очень четкие,
темнокоричневые—черносиние.
Замороженные срезы протравляют и окрашивают при комнатной
температуре 0,5-процентным раствором зрелого гематоксилина. Преимущество
этого метода, по сравнению с приведенным в 2104, состоит в том, что
митохондрии и цитоплазматические включения окрашиваются слабее, отчего
желчные капилляры выступают еще отчетливее. Впрочем, удача окраски
больше зависит от функционального состояния печени, чем от применения
того или иного метода: на любой данной печени окраска или удается всеми
методами, или не получается^ вовсе.
2107. Фиксация желчного пузыря. Эпителий желчного пузыря изменяется
после смерти под влиянием накопленной желчи необыкновенно быстро. Если
желательно зафиксировать желчный пузырь в невскрытом состоянии, то желчь
следует сразу же отсосать шприцем и заменить физиологическим раствором
поваренной соли и фиксирующей жидкостью. Лучше все же разрезать
желчный пузырь и растянуть его слизистой оболочкой кверху. В качестве
фиксирующей жидкости весьма рекомендуется смесь Карнуа. Для специальных
целей (митохондрии и т. д.) применяют соответствующие методы.

"Глава XXX
ОРГАНЫ ДЫХАНИЯ
2108. Глотку, гортань и трахею мелких не.слишком старых животных
фиксируют по Буэну, Гейденгайну («суза»), Ценкеру и подобными им
методами; при этом следует обращать внимание на то, чтобы жидкость полностью
проникала в воздухоносные пути и не задерживалась бы оставшимися в них
пузырьками воздуха.
2109. У более старых животных хрящевые части часто бывают обизве-
ствлены и потому без декальцинации режутся плохо. В таких случаях после
фиксации осторожно отпрепаровывают слизистую оболочку и отдельно
пропитывают и режут. Объект можно также тщательно декальцинировать в
азотной или трихлоруксусной кислоте. Для обзорных препаратов гортани более
крупных животных рекомендуется заливка в целлоидин.
2110. Срезы препаратов, зафиксированных по 2108, окрашивают азаном,
гемалауном, эозином, муцикармином и т. п. Наблюдение эпителия с поверх-1
ности по 1292 дает представление о распределении мерцательного и
многослойного плоского эпителия.
Свежие и изолированные препараты эпителия воздухоносных путей
изготовляют по методам, приведенным в 1267—1292. В качестве мацерирующей
жидкости весьма рекомендуется спирт в треть.
Для выявления желез приложимо сказанное в 2018—2046.
2111. Фиксацию легких лучше всего производить путем инъекции через
сосуды, так как лишь на препаратах с хорошо сохранившейся капиллярной
сетью можно получить правильные представления о положении клеток,
выстилающих внутреннюю поверхность альвеол (Клара, 1936). Для
предотвращения спадания альвеол целесообразно сперва перевязать трахею или
закрыть ее корковой пробкой. В качестве фиксирующих жидкостей особенно
пригодны «суза» или сулема—формалин—уксусная кислота.
Для обзорных препаратов, которые должны показать взаимоотношение
отдельных участков, срезы лучше ориентировать перпендикулярно поверх-'
ности органа.
2112. Худшие результаты дает наполнение легкого фиксирующей
жидкостью через канюлю, введенную в трахею. Это лучше делать до оскрытия
грудной клетки. Для изгнания воздуха фиксирующую жидкость следует
несколько раз аспирировать с помощью шприца. После достаточного
наполнения орган целиком извлекают и подвешивают еще на 24 часа в такой же
жидкости.
Если фиксируют маленькие кусочки легкого, то, поскольку они плавают
на поверхности жидкости, их следует покрыть слоем ваты; если этого не
сделать, то поверхность кусочков остается незафиксированной.
2113. Для окраски эпителиальной выстилки ходов и альвеол подходит
окраска азаном или по Массону (см. 1496). Клара советует препараты,
окрашенные предварительно железным гематоксилином, докрашивать по
оригинальному методу Маллори (см. 1486). При такой окраске кроющие клетки
или эпициты очень резко выделяются своим красноватым тоном на интен-

Органы, дыхания
сивно синей основной пленке капилляров. Ар1*и{юфильные волокна
выявляют при помощи импрегнации серебром по 1§25—1555, эластические—по
1556 или 1560. \ ' ■.
2114. По данным более новых авторов, например Поликара (1926). Киоди
(1931), Зеемана (1929, 1931), Клара (1936а) и других, в частях легкого,
собственно выполняющих респираторную функцию (альвеолярные ходы и
альвеолы), замкнутой эпителиальной выстилки нет. Кроющие клетки (эпициты)
покрывают внутреннюю поверхность альвеол, не образуй, сплошного слоя.
В промежутках между ними основная пленка капилляров оголена и
непосредственно граничит с альвеолярным пространством. По Клара, кроющие клетки
являются потомками первоначально существовавшего эпителия. Выполняя
важную задачу по очищению, перевариванию и защите, они могут отделяться
от своего основания и становиться свободными самостоятельными элементами
(альвеолярные фагоциты). \V
2115. Более старые авторы, найрдмер Ф. Шульце (1871), Келликер (1881),
на основании изучения препаратов, полученных с помощью азотнокислого
серебра, пришли к выводу, что альвеолы. выстланы непрерывным слоем
безъядерных и содержащих^ра пластинок. Клара считает, что нет никаких
оснований принимать за клеточные границы те серебряные линии, которые
появляются при применении'отой техники, а тем самым нет оснований
признавать наличие безъядерных'пластинок.
2116,. Для выявления.альвёолярного эпителия и безъядерных пластинок
Екер (1933) следующим образом применяет введенный Эбертом (1862) метод
серебрения. У мелких животных извлекают целиком грудные органы; затем
с помощьф стеклянного шприца наполняют легкие через трахею
свежеприготовленным 0,5-процентным раствором AgNOs, подогретым до 37°. Чтобы по
возможности полностью вытеснить воздух из альвеол раствором
азотнокислого серебра, необходимо впрыснутую жидкость повторно отсасывать и
вводить снова. У крупных животных так поступают с отдельными легочными
долями. Когда легкое заполнено и приняло на поверхности серо-белую
окраску, перевязывают традею и подвешивают препарат в темноте на 6 час.
в 0,5-процентном растворе азотнокислого серебра при 37°. Затем материал
фронтальными разрезами делят на более мелкие куски, которые оставляют
в жидкости еще на 6—12 час После быстрого ополаскивания
дестиллированной водой замороженные срезы толщиной 60 р. выставляют на солнце или на
сильный свет, где. происходит восстановление. Для ускорения реакции к воде
можно прибавить 0,2% гидрохинона и 0,5% формалина. Когда срезы станут
коричневыми, их золотят или без золочения проводят через спиртовой рад
и ксилод в бальзам.
Материал до восстановления можно также залить в парафин.
Приклеенные дестиллированной водой срезы толщиной 20—30 jj. до или после удаления
парафина выставляют в воде на солнце, а затем золотят, как при методе Биль-
шовского (см. 1525). Для дополнительной окраски ядер Екер рекомендует
азокармин G (см. 1489).t Путем тщательной дифференцировки в анилиновом
спирте ж-фосфорновольфрамовой кислоте удается получить чистую ядерную
окраску. Орсеин дает возможность, наряду с серебряными линиями, выявить
также д. эластические волокна.
2117. Одновременное выявление сосудов удается лучше всего путем
создания.застоя крови. Для этого животное погружают в глубокий наркоз и,
пока еще бьется сердце, зажимают левое предсердие, а немного погодя и*
легочную артерир. Дальнейшая обработка по 2116. Наполненные сосудм
можно .потом окрасить по 1417.
2118.. Выявление кровеносных сосудов легкого производят по методам,
приведенным в 1965—1986. У амфибий наполненные кровью кровеносны*
€0суды легко наблюдать и прижизненно*
33 В. Ромейо

Глава XXXI
ПОЧКА И МОЧЕВЫЕ ПУТИ
2119. Клубочки, канальцы и сосуды почки удается наблюдать
прижизненно с помощью техники, разработанной Эллингером и Гиртом (1930, 1931;
см. 151). Необходимый для этого раствор трипафлавина'приготовляют
незадолго до употребления следующим образом: 0,1 г трипафлавина с 3 каплями
концентрированной соляной кислоты растворяют в 100 см3 жидкости Рингера..
Зимние лягушки более подходят для опытов, чем летние. Через 5—15 мин*
после инъекции в бедренный лимфатический мешок красителя он появляется
в капсулах работающих клубочков, вскоре после этого в просветах вторых
отделов и затем, в более концентрированном виде, в просветах четвертых:
отделов. ^
2120. Поликар и Гарнье (1905) опубликовали ценные наблюдения над
посмертными изменениями почечного вещества у крыс. Мальпигиевы тельца
начинают изменяться лишь через 2—4 часа после смерти, причем эпителии
клубочков и ампул становятся мутными. Уже через 20—30 мин. гейденгайн
новская базальная исчерченность становится грубо зернистой, цитоплазма
клеток извитых канальцев становится базофильной, а их ядра
ацидофильными. Щеточная каемка, вопреки утверждению многих авторов, мало чув
ствительна, она исчезает значительно позднее, и через 4 часа после смерти
видна отчетливее, чем до нее. По истечении первой четверти часа в просвете
канальцев появляются гиалиновые шарики, сперва в извитых канальцах,
затем диетальнее. Петли Генле изменяются медленнее. Извитые канальцы
являются, следовательно, наиболее чувствительными. По данным
указанных авторов, они фиксируются безупречно только парами осмиевой
кислоты.
2121. Для изоляции мочевых канальцев кусочки почки толщиной
1—1,5 мм помещают на 1 час в чистую соляную кислоту (уд. вес 1,19). После
этого нромывают дестиллированной водой и окрашивают 1—2 дня в гема-
лауне; цельные кусочки переносят на предметное стекло и осторожно, лучше
всего под бинокулярной лупой, отпрепаровывают соединенные друг с другом
части. Заключают в разбавленный глицерин или глицерин—желатину.
Прибавлять глицерин следует очень осторожно, чтобы изолированные канальцы не
запутались или не были бы разорваны возникающими токами. Можно также
через спирт и терпинеол заключцть в бальзам.
2122. Особенно благоприятный объект для изоляции канальцев
представляет собой почка черепахи, а также мыши; из них часто удается
изолировать очень длинные участки. Почка же человека для изготовления
препаратов изолированных канальцев очень мало пригодна.
2123. Для изолирования можно также употреблять азотную кислоту.
Однако предпочтительнее соляная кислота, так как с ее помощью удается
получить более длинные участки канальцев; окрашиваемость в этом случае
также лучше. Кроме того, при применении соляной кислоты не мешают
красные кровяные тельца, делающиеся в ней: невидимыми. k

Почка и мочевые пути
2124. Мёллендорф (1915) для изоляции мочевых канальцев витально
окрашенных почек мацерирует разрезанные пополам мышиные почки 2—
2,5 часа в соляной кислоте (уд. вес 1,24), промывает в дестиллированной
воде и расщепляет. При этом окраска трипановым синим, особенно хорошо
выделяющая главные отделы, не нарушается (подкожная инъекция мыши
1 см3 0,5-процентного раствора за 48 час. до умерщвления).
2125. Для изоляции эпителия маленькие кусочки мацерируют в спирте
в треть или же по Р. Гейденгайну (1880) в 5-процентном растворе
нейтрального хромовокислого аммония, при использовании которого должны
, особенно отчетливо выступать палочковидные структуры в клетках
определенных отделов мочевых канальцев. .'
2126. Для приготовления обзорных препаратов пригодны все
употребительные фиксаторы: формалин, спирт—формалин, «суза», жидкости Гелли,
Штиве и т. д. По Карлетону, жидкость Буэна для фиксации почечной ткани
не рекомендуется.
2127. К. В. Циммерман (1933) сначала промывает почку через сосуды
жидкостью Рпнгера, на 1 л которой прибавляет 12 см3 1-процентного
раствора атроппна, а затем вводит для фиксации следующий раствор: бихромата
калия 2,4 г, ледяной уксусной кислоты 4,0 см3, дестиллированной воды
77,6 см3 и еще, перед,Самым употреблением, 16,0 см3 формалина. После
достаточно длительного промывания почку разрезают на кусочки и еще на
несколько дней помещают в фиксирующую жидкость (последнюю сменяют,
но без добавления формалина). Затем промывка в обычной воде й т. д.
2128. Кроющие клетки (эпициты) почечного клубочка лучше всего
выявляются при комбинапии железного гематоксилина Гейденгайна с
последующей окраской по Маллори (см. 1486). Нужно лишь следить, чтобы гемато-
ксцлиновая окраска была достаточно сильно отдифференцирована (Клара,
1936). Сеть отростков эпицитов, охватывающая петли капилляров на подобие
когтей, выделяется своим красным тоном на основной пленке капилляров,
окрашенной в синий цвет.
2129. Границы клеток мочевых канальцев по Бёму и Давыдову (1895)
обнаруживаются очень хорошо с помощью метода серебрения Гольджи
(см. 1764) или Кокса (см. 1774). Так называемая «исчерченность эпителия»
выступает лучше всего и наиболее сходно с прижизненным состоянием при
применении методов, употребляющихся для фиксации . митохондриев
(см. 969—998), тогда как при ранее употреблявшихся способах фиксации
в кислых жидкостях, например в смеси Карнуа, сохраняются лишь
рудименты истинной структуры.
2130. Соединительная ткань почки выявляется лучше всего при окраске
азаном (см.. 1489), решетчатые волокна—при импрегнации по Бильшовскому
(см. 1525) или по. Рио-Хортега (см. 1548). *
2131. По Лауда и Резеку (1928), с помощью метода серебрения Да Фано
удается выявить определенные отделы канальцев почки изолированно,
поскольку при применении этого метода цитоплазма толстого связующего и
вставочного отделов петли Генле импрегнируется серебром, тогда как главный
отдел и тонкая часть петли Генле остаются неокрашенными. Техника такая же,
как в 1022. Дополнительная окраска гематоксилин—эозином, литиевым:
кармином или тионином удается в том случае, если освобожденные от
парафина срезы предварительно обработать хлорным золотом и гипосульфитом.
2132. Об отношении клеток почки к прижизненно инъицированным
красителям см. в особенности работы Сузуки (1912), Мёллендорфа и
Шулемана (1917).
2133. Инструктивные картины дает инъекция мочевых канальцев
берлинской лазурью со стороны мочеточника. Краузе (1922) особенно
рекомендует для этого почку голубя. После инъекции ^икёация в формалине 1 : 4
33*

516
Глава JKXXl
с 5% ледяной уксусной кислоты. Заморозкенные срезы заключают-я* сироп
левулозы.
2134. Для выявления на срезах мочевой кислоты и уратов А. Шул^тц
и В. Шмидт (1931) выработали следующие методы.?
2135. Окраска кристаллической мочевой кислоты и мбчёкислого'инффркта.
Фиксируют в абсолютном спирте. Тонкие кусочки помещают на 4—5 час.
в ацетон, который 3 раза сменяют. Заливка в парафин. Освобожденные от*
парафина срезы дважды споласкивают абсолютным спиртом; окрашивают
ядра в хорошо созревшем квасцовом гематоксилине (см. ниже). Красящий
раствор наливают на срезы и окрашивают в течение 0,5—1 мин. при постоян-*
ном покачивании. Дважды погружают в абсолютный спир^ с 0,5% соляной ;
кислоты. Переносят до появления синей окраски срезов в абсолютный Ьпирт,
на 50 см3 которого прибавляют 5 капель аммиака. АбЬолй)тный Спирт, который
три раза сменяют.
Окраска кармином. Раствор кармина (см; ниже) наливают
на срезы, лежащие в чашке Петри, и окрашивают 5 мин. при легком
покачивании. Споласкивают абсолютным спиртом; ксилол; бальзам. Результат:
ядра синие, кристаллы мочевой кислоты, а также коллоидные капли и сферо-
лить! при мочекислом инфаркте интенсивно красные; мононатриевые ураты
не окрашены; йри точном соблюдении сроков окраски гликоген также остается
неокрашекнйм. t
П р и г о т о в л ение" раствора гематоксилина.
Раствор а: 10 г Кристаллического гематоксилина растворяют в 100 см3
96-градусного спирта. Раствор б: 20 г аммиачных квасцов растворяют в 200 см3
дестиллированной воды. Растворы а и б смешивают и доливают до 1 л
дестил
лированной водой. Раствор должен несколько недель созревать. Перёд
употреблением фильтруют.
Приготовление раствора кармина. Кармина 1 г,
хлористого аммония 2 г, углекислого Дития 0,5 а,' дестиллированной воды
50 см3. Раствору дают закипеть; после охлаждения прибавляют 20 см3
аммиака (уд. вес 0,960). Для окраски к 3 см3 этого не очень стойкого основного
раствора прибавляют после фильтрации 1,5 см3 аммиака (уд. 'вес 0,960) й 2,5 см3
метилового спирта.
2136. Окраска мочекислого инфаркта. Фиксация, заливка и окраска ядер,
как в 2135. После 'основательной промывки в абсолютном спирте срезы на
5 мин. помещают в смесь: метилового спирта 8 частей, аммиака 2 части.
Быстро споласкивают абсолютным, спиртом, наливают концентрированный
спиртовой (на 96-градусном спирте) раствор метиленового синего,
разбавленный наполовину абсолютным спиртом, и, покачивая, красят примерно 0,5 мин.
Споласкивают абсолютным спиртом до прекращения отдачи облачков краски.
Красят-15 сек. в насыщенном растворе пикриновой кислоты, на 30 см3
которого прибавляют 10 капель концентрцрованного раствора кислотного
фуксина на 96-градусном спирте (наливают сверху и покачивают!). Несколько
раз споласкивают абсолютным спиртом; ксилол; бальзам. Результат:
ядра черно-синие, соединительная ткань красная, коллоидная мочевая
кислота и сферолиты яркозеленые.
2137: Окраска мононатриевоЬо урата. Фиксация и заливка, как в 2135.
Затем окрашивают кармином по 2135. После этого промывают в несколько
раз сменяемом абсолютном спирте. Окрашивают 0,5 мин. метиленовым
синим, как в 2136. Споласкивают абсолютным спиртом. Окрашивают около
15 сек. в следующей" профильтрованной смеси: концентрированного водного
раствора пикриновой кислоты 9 см3 и насыщенного (при нагревании) водного
раствора сернокислого натрия 1 см3 (поливают на предметное отекло и
покачивают). Промывают в мнргократно сменяемом абсолютном спирте; ксилол;
канадЬкйй" бальзам. Рв в ульта тг ядра серо-сйние, мононатриевые

Почка и мочевые пути
517
урдты яркозеленые, кристаллическая мочевая кислота темная
сине-зеленая.
2138. Для обнаружения экспериментально введенной мочевой кислоты
указанные методы непригодны. Для ее обнаружения А. Шультц и В. Шмидт
разработали следующий метод.- Фиксируют в насыщенном на абсолютном
спирте растворе пикриновой кислоты. Заливка в парафин. После удаления
парафина и промывки в абсолютном спирте, еще влажные срезы подвергают
в течение 3—5 сек. действию паров аммиака (держать над открытой склянкой!).
Споласкивают абсолютным спиртом. Окрашивают 5—10 мин. в хорошо
созревшем растворе гематоксилина Вейгерта (см. 677). Если при этом и не
наступит видимой окраски, то все же эта предварительная обработка была
необходимой. Споласкивают абсолютным спиртом и еще раз, как указано выше,
действуют парами аммиака. Споласкивают абсолютным спиртом и окрашивают
метиленовым синим (концентрированный раствор на абсолютном спирте,
наполовину разбавленный абсолютным спиртом), 0,5—1 мин. Абсолютный
спирт до прекращения отдачи облачков краски; ксилол; бальзам.
Результат: все мочекислые выделения яркозеленые, остальные тканевые элементы
бледносиние.
2139. Для выявления хлористого натрия Левше (1914) помещает тонкие
срезы от свежевзятой почки в раствор азотнокислого серебра, подкисленный
азотной кислотой, и восстанавливает осадок хлористого серебра
гидрохиноном. Мочевину осаждают подкисленным азотной кислотой растворов
азотнокислой ртути, заливают в йарафин, а осадок переводят, рри помощи
сероводорода в сернистую ртут)ь (черно-коричневая). Мочевую кислоту и пурино-
вые основания осаждают раствором азотнокислого серебра, подкисленным
азотной кислотой, а после отмывки" раствора серебра дестиллированной водой
восстанавливают гидрохиноном. Хлориды й фосфаты остаются в растворе.
Для выявления фосфатов Лешке помещает тонкие кусочки органа в
разбавленный раствор азотнокислого Урана; затем обрабатывает парафиновые
срезы солянокислым раствором железистосинеродистого натрия и переводит
белый осадок фосфорнокислого урана в красно-коричневый урановый желези-
стосинеродистый натрий. Полученные при проведении этой реакции
результаты требуют весьма осторожной критической оценки.
2140. Указанный выше способ выявления мочевины по Лешке не в
состоянии обнаружить физиологических количеств мочевины; значительно более
чувствительна введенная. Фо.ссом ксантгидролевая реакция, которую обычно
проводят по способу, предложенному Штюбелем (см. 1252).
Гольман (1924) для достижения более быстрого пропитывания органа
реактивом инъицирует раствор ксантгидроля через почечную артерию,
перевязывает сосуды и мочеточник и помещает орган в раствор. ^
При соединении раствора ксантгидроля с водой выделяются кристаллы
ксантгидроля. То же самое, происходит до известной степени и ц ткани.
Однако спутать, кристаллы ксантгидроля с диксантил-мочевиной, нельзя
потому что, будучи растворимыми в спирте, они исчезают с препарата при
обезвоживании .(Острейхер, 1926).
2141. Фиксацию и окраску мочеточника и мочевого пузыря производят
общеупотребительными методами. Поскольку мускулатура мочевого пузыря
режется с трудом, то его лучше заливать в целлоидин. Для изучения
изменений, которые претерпевает переходный эпителий при растяжении «органа,
инъицируют мочеточник или же мочевой пузырь фиксирующей жидкостью
до максимального растяженця, а затем их перевязывают. При этом эпителий
очень сильно уплощается (В.. Лондон, 1881).

Глава XXXII
ПОЛОВЫЕ ОРГАНЫ
2142. Для изучения половых желез следует точно учитывать как их
возраст, так и функциональное состояние в данный момент. Кроме того, для
тонких исследований очень важно использовать материал здоровых и, по
возможности, только что пойманных животных, 'так как половые клетки
с исключительной легкостью подвергаются влиянию неблагоприятных
и аномальных внешних условий.
ЖЕНСКИЕ ПОЛОВЫЕ ОРГАНЫ '
2143. Наиболее подходящими объектами для исследования на свежих
препаратах являются многие беспозвоночные, особенно морские ежи и
морские звезды.
Подробнее о способе препаровки см. П. Бухнера (1915), Геккера и Бе-
ляра (1928), у которых можно найти и много других указаний по
исследованию половых клеток беспозвоночных.
2144. Для получения свежих препаратов можно также использовать
несозревшие яйца низших позвоночных—рыб, амфибий, рептилий и птиц.
С этой целью вырезают ножницами незрелые, кажущиеся светлыми (лежащие
обычно дорзально) части яичника, распластывают их в индифферентной
жидкости на предметном стекле и исследуют при малом увеличении. Для
наблюдения при сильном увеличении следует изолировать отдельные
мелкие яйца и, чтобы предохранить от давления, накрыть их покровным
стеклом, снабженным защитными полосками или восковыми ножками.
2145. Чтобы изолировать значительно более мелкие незрелые яйца
млекопитающих, делают острой бритвой разрез через свежевыделенный яичник
не слишком старого животного (например, козы или свиньи). После этого
поверхность среза слегка смачивают индифферентной жидкостью (см. 116—
124) и тщательно соскабливают скальпелем или лезвием бритвы. При легком
нажиме из многих фолликулов отделяются яйцевые клетки, попадающие
в жидкость, которую каплями наносят на предметное стекло и сначала
исследуют под средним увеличением; при изучении под сильным увеличением
поступают, как указано в 2144.
2146. Изолированные яйцевые клетки можно осторожно зафиксировать
в жидкости Флемминга, в сулеме с ледяной уксусной кислотой и т. д.
Если их затем обычным способом переводят в глицерин или канадский
бальзам, то, во избежание сморщивания при переносе в различные жидкости,
начинают с очень слабых концентраций. Для получения зрелых яиц
млекопитающих исследуют яичники взрослых животных непосредственно перед
течкой или во время нее. Для этой цели на неповрежденном яичнике
отыскивают залегающие на поверхности, просвечивающие, пузыревидные зрелые
фолликулы, прокалывают их острой иглой и собирают вытекающую
фолликулярную жидкость в часовое стеклышко. Под влиянием сильного падения

Половые органы
519
:даоления яйцо с лучистым венцом обычно отрывается и выбрасывается
{О* Шультце, 1897). Жидкость исследуют под лупой, яйцо переносят
пипеткой на предметное стекло, как в 139—140.
Если не применять при этом восковых ножек, то покровное стеклышко
надавливает на это все же достаточно объемистое образование; в таком
случае на блестящей оболочке сразу обнаруживается лежащая в поле зрения
дцель (в виде черточки), вызванная давлением (искусственное микропиле).
2147. Зрелые яйца наших местных рыб, амфибий и рептилий из-за
величины я наличия в них желтка слишком непрозрачны для исследования в про-?
ходящем свете. Для более подробного рассмотрения зрелых яиц необходимо
зприготовяение срезов. При падающем свете под лупой или бинокулярным
микроскопом удается, все же вполне хорошо рассмотреть отдельные детали,
-такие, например, как полярные тельца, яйцевая оболочка и т. п,
ИССЛЕДОВАНИЕ ФИКСИРОВАННОГО ПРЕПАРАТА
2148. Для получения обзорных картин и для выявления зародышевых
тклеток (хроматина) фиксируют по Гелли (см. 337), Буэну (см. 305), Карнуа
*(см. 226), Гейденгайну (см. 344) или Штиве (см. 333). На маленьких яичниках
•(например, мыши, крысы, летучей мыши) хорошие результаты дает также
жидкость Флемминга (см. 290). Она особенно рекомендуется для материала
беспозвоночных. На крупных объектах, например на яичниках собак, коз
я т. п., жидкость Флемминга вследствие ее плохого проникновения, вглубь
дает хорошие результаты только в случае инъекции или фиксации тонких
кусочков, что не всегда бывает возмоясно.
Штиве (1920, 1921) особенно рекомендует для амфибий (протей) сулему
о ледяной уксусной кислотой и жидкость Карнуа; при фиксации жидкостью
Флемминга он получал на этом объекте плохие результаты.
Для окраски применяют железный гематоксилин (см. 672), сафранин—
-световой зеленый (см. 952), сафранин—генциановый
фиолетовый—оранжевый (см. 961), фуксинсернистую кислоту (см. 1234); для соединительной тка-
ли—азан (см. 1489).
2149. Леви (1913) рекомендует несколько модифицированную жидкость
Максимова..>К 10 см3 водного раствора; содержащего 2,5% бихромата калия
и 5% сулемы, непосредственно перед употреблением прибавляют 2 см3
формалина и 2 см3 2-процентного раствора осмиевой кислоты. Длительность
«фиксации 2—3 дня, после этого 1 час в проточной воде.
2150. Для ориентировки целесообразнее всего использовать яичники
мелких животных, например мышей, крыс, летучих мышей, морских свинок,
так как они легче фиксируются и добываются без особых затруднений. Из
более крупных животных особенно пригодны кошки, кролики, свиньи, козы.
2151. Зачатковый эпителий, хорошо видимый на срезе, может быть
также выявлен и с поверхности с помощью серебрения (см. 1280). После
юеребрения его обрабатывают спиртом и нарезают тангентально к поверхности.
Совсем маленькие яичники молодых мышей, летучих мышей и т. д. могут
быть после серебрения заключены целиком; при соответствующем
фокусировании на них удается наблюдать серебряные линии зачаткового эпителия.
2152. Из млекопитающих особенно хорошо развитые желточные ядра
находят у козы и кошки. После фиксации жидкостью Ценкера их окрашивают
азаном в яркий красный цвет. Из беспозвоночных для изучения желточных
ядер особенно пригодны, по Геккеру, пауки (например, Tegenaria). Для этой
цели яичники паука фиксируют, по возможности, весной.
2153. Для выявления митохондриев, вещества Гольджи, гликогена и
жиров в яйцевых, фолликулярных, лютеиновых и интерстициальных
клетках яичника избирают методы, приведенные в соответствующих главах.

-^20
$ лав а XXXII
Изучение жировых веществ яичника не составляет большого труда, поскольку
благодаря его плотному строению можно легко получать срезы на заморажи-
ч вающем микротоме.
2154. Различение элементов гранулозы и элементов внутренней оболочки
.те$сц ^jjerKo . достигается . по Кронфельд-Джилера (1921) техникой
Рио-Хортега (см.\1547). В яичниках, обработанных по этому методу, видны в
цитоплазме клеток гранулозы многочисленные импрегнированные клеточные
гранулы, которые в клетках теки отсутствуют. Если импрегнированные
~рре>з$1 из яичника человеческого эмбриона длинвй 25 см обработать NHS, то
импрегнация клеточной соединительной ткани (а также клеток оболочки
теки) исчезает, тогда как в яйцевых и фолликулярных клетках она остается.
_ О количественных определениях, см. Гаммар и Гелльман (1920).
2154; Для выявления «таннинофильных веществ» яичника Салазар
(1923а) предложил следующий метод: а) фиксируют в жидкости Буэна; б)
заливают в парафин; в) удаляют парафин с приклеенных срезов; спиртовый ряд;
. промывка в воде до удаления пикриновой кислоты и побеления срезов; г) по-
- .мещают в уксуснокислый раствор таннина (в смеси из 2 частей
дестиллированной воды и 1 части ледяной уксусной кислоты растворяют таннин в таком
количестве, чтобы раствор принял янтарно-коричневую окраску. Для
предохранения от плесени прибавляют немного тимола); цродолжительность
действия раствора варьирует от случая к случаю; часто бывает достаточно
1—2~мия*; д) споласкивают дестиллированной водой; е) помещают в
3—4-процентный раствор железных квасцов. За ходом окраски бледят под
микроскопом; ж) как только таннинофильные вещества окажутся достаточно
окрашенными, промывают в воде и обезвоживают; ксилол; бальзам. *
Результат: таннинофильные вещества, например зернистые отло-
^жения в интерстициальных клетках и соединительнотканные волокна
-окрашиваются в черный цвет; ядра остаются неокрашенными; их можно
^выявить предварительной окраской в сафранине на анилийовой воде
1 (Салазар, 1924b).
_ Этот метод удается.не всегда. Случается также, что части препарата»
особенно лежащие в центре, принимают диффузную серую окраску. При
старом, теперь уже оставленном методе, Салазар протравлял водным раствором
> таннина.
2156. Яйцеводы обрабатывают так же, как кишечник. Если нужно
получить строго поперечные срезы, то яйцеводы перед фиксацией выпрямляют,
для чего сначала кривыми ножницами прорезают брюшинную складку
возможно ближе к месту прикрепления.
2157. Трубчатую матку мелких животных, например мышей, крыс,
морских свинок и т. д. можно без особого труда зафиксировать целиком в
жидкостях Буэна, Штиве и т. п. У крупных животных помещают в фиксатор
отдельные куски или же наполняют фиксирующей жидкостью полость матки.
См., кроме того, 2159.
2158. Молль (1910) фиксирует матку в смеси: 100 см? абсолютного
спирта, 25 см? формалина и 6 капель ледяной уксусной кислоты.
2159. Для фиксации матки человека Штиве (1926, 1927а), наряду со
смесью Ценкера в модификации Шпулера (жидкости Мюллера 700 см?,
концентрированного раствора сулемы 300 см? и ледяной уксусной. кислоты
10—30 см?), особенно советует сулему—формалин—ледяную уксусную
кислоту (см. 333) или смесь: формалина 18 см?, 96-градусного спирта 80 см*
и ледяной уксусной кислоты 2 см3. Фиксацию следует производить по
возможности сразу же после извлечения. Матку сперва помещают в
фиксирующую жидкость целиком. Через 3 часа матку разрезают на части. Сначала
делают поперечный разрез перпендикулярно к длинной оси несколько выше
внутреннего зев& матки. Шейную часть целиком помещают обратно а

Половые органы
52t
фиксирующую жидкость, тело же дальнейшими поперечными разрезами
разделяют на диски толщиной 1 см, которые оставляют в фиксирующей жидкости
еще на 12—16 час.
2160. Беременную матку Штиве сразу помещает в жидкость Гелли.
Околоплодную жидкость отсасывают рекордовским шприцемг (косой укол!)
и замещают таким же количеством формалина (1 :4). Через 8—12 час.
вырезают маленькое окошко длиной около 2 см, а после того как жидкость стечет,
орган снова помещают на 8—12 час в большое количество жидкости Гелли.
Заливка в парафин через метилбензоат по методу Петерфи или в целлоидин.
2161. Для окрашивания соединительной ткани применяют, прежде
всего, окраску азаном, при которой хорошо выступает дакже и гладкая
мускулатура. Окрашивают, кроме того, и пикриновой кислотой—тиазино-
вым красным (см. 710) или железным гематоксилином—хромотропом 2R
(см. 665, 672).
2162. Об изготовлении для установления полового цикла влагалищных
мазков из выделений см. s2448—2459.
МУЖСКИЕ ПОЛОВЫЕ ОРГАНЫ
2163. Для наблюдения живых спермиев низших позвоночных берут
семенник половозрелого животного незадолго до течки или в ее начале и разрезают-
на мелкие кусочки в чашечке, содержащей немного -физиологического
раствора поваренной соли. Каплю мутной жидкости исследуют под
покровным стеклом при малом увеличении. При этом лучше всего значительна
сузить отверстие диафрагмы. Для изучения подобного препарата можно
/акже с успехом использовать темнопольное освещение. -г.
2164. На спермиях саламандр, лягушек и жаб можно хорошо различить
. все описанные до сих пор составные части (перфораторий, головку,
промежуточный отдел, хвостик, ундулирующую мембрану, если таковая имеется,
краевую нить и т. д.). При прибавлении к препарату дестиллированной воды
движение сразу останавливается. Напротив, слабые щелочные раствор.ы
действуют так же, как и на мерцательное движение, возбуждающе. ^
2165. У высших позвоночных для получения зрелых спермиев луяще
всего разрезать придаток семенника и выступающую из перерезанных
канальцев молочную жидкость смешать с йеболыпим количеством
физиологического раствора поваренной соли. При исследовании тканевого сока,
выступающего с поверхности разрезанного семенника, обнаруживается, наряду,
со зрелыми спермиями, много незрелых форм. Спермин всегда движутся
против течения; это явление (реотаксис) можно легко наблюдать, если
поместить сперму под покровное стекло и создать ток с помощью кусочка
фильтровальной бумажки, приложенного к краю стекла.
2166. В качестве жидкости для сохранения в живом состоянии
человеческих спермиев Полляк и Джоэль (1939) рекомендуют смесь из 8 частей
5,42-процентного раствора декстрозы и 2 частей */8 н. раствора хлорида
(сульфата или гидроксида) магния. Для суправитальной окраски Полляк
пользуется 1-процентным водным раствором яркого крезилового синего, который
лишь незначительно влияет на подвижность спермиев.
2167. Очень красивые мазки получают по методу Цейгера (1928), который
аналогично методу Бурри с тушью (для спирохет) дает светлые негативные
картины на темносинем фоне и позволяет очень хорошо различать детали
внешней формы. Для приготовления мазка тонким стеклянным капилляром
наносят на чисто вымытое предметное стекло маленькую каплю спермы,
которую лучше всего взять из придатка семенника; рядом с ней стеклянной
палочкой наносят несколько более крупную каплю неразведенного раствора
опалового синего (см. ниже); затем обе капли хорошо смешивают. После зто^о

522
Глава XXXII
"Краем шлифованного предметного стекла быстро делают ровный мазок/ как
при изготовлении препаратов крови. После высушивания на воздухе препарат
покрывают канадским бальзамом.
Перед употреблением несколько кубических сантиметров опалового
синего недолго кипятят в пробирке, для растворения постоянно выпадающих
"Частичек. Бресслау (1921) таким же образом употребляет этот раствор для
изучения инфузорий. Дли успеха метода важно, чтобы толщина мазка
соответствовала размерам данных спермиев. Кроме того, нужно, чтобы процесс
высушивания не протекал слишком быстро или слишком медленно. Оба
фактора варьируют в зависимости от объекта, но оптимальные условия легко
устанавливают пробой.
2168. Фибриллярную структуру краевой и осевой нитей часто можно
отчетливо обнаружить при помощи мацерации. Для этого к небольшому
количеству спермы прибавляют 0,6—3-процентный водный раствор поваренной
соли, наносят каплю смеси на предметное стекло, накрывают покровным
стеклом и для предохранения от испарения сразу же окантовывают воском.
Через 1—2 дня можно наблюдать при большом увеличении фибриллярный
распад. Такой же результат часто удается получить и при помощи гниения.
2169. Для окраски изолированных осевых нитей, после мацерации
снимают восковую окантовку, наносят у одного края покровного стекла немного
0,5-процентного водного раствора генцианового фиолетового и осторожно
пропускают его под стекло до тех пор, пока не получится достаточная окраска.
Затем от двух противолежащих краев отсасывают избыток жидкости, Немного
надавливают на покровное стекло, окантовывают его и исследуют.
Подробные указания о мацерации спермиев можно найти в исследованиях
ЛЗалловица (1888) по спермиям различных видов животных.
2170. Для фиксации спермиев пригодна, прежде всего, осмиевая кислота.
:2—3 см31-процентного раствора осмиевой кислоты помещают на дно хорошо
закрывающейся чашки и дают ее парам действовать в течение 5—10 мин.
на находящиеся в висячей капле спермин. После этого приготовляют мазки
по способам, приведенным в 1317—1322f и высушивают их на воздухе. Прибав-
-ление к содержащей спермин жидкости нескольких капель раствора
осмиевой кислоты дает худший результат. Изготовленные указанным способом
и высушенные на воздухе мазки можно затем окрасить сафранином, генциа-
новым фиолетовым, железным гематоксилином и т. п. Не мешает перед этим
провести их несколько раз через пламя; часто рекомендуется также
отбеливание по 1013.
В отличие от мазков крови, в данном случае мазки изготовляют таким
образом не пз свежего, а из фиксированного материала. При размазывании
нефиксированной спермы тонкие структуры часто разрушаются.
2171. Хорошие результаты дает также фиксация по 932 с последующей
окраской по 934—937 или 939.
2172. Для получения срезов эякулята по Джоэлю (1939) центрифугируют
сперму в течение 20 мин., сливают отстоявшуюся жидкость и наливают на
осадок формалина 1 : 9. Через 24 часа этот процесс повторяют. Еще через
24 часа формалин заменяют 50-градусйым спиртом. Затем через каждые
.24 часа концентрацию повышают на 5% вплоть до абсолютного спирта.
Наконец, застывший, на подобие желатины, материал Джоэль проводит
в чистый ксилол через ряд смесей спирт—ксилола (9:1, 8 : 2, 7 : 3 и т. д.),
держа по 10 мин. в каждой порции. Отсюда в ксилол—парафин (30 мин.),
далее в мягкий и твердый парафин (по 3 часа). Затем заливка.
2173. Для получения обзорных препаратов лучше всего фиксировать
семенники мелких животных (например, мышей, крыс) в «суза» (см. 344) по
Буэну или Штиве (см. 333). После фиксации в «суза» семенник подвешивают
^целиком на несколько дней в 96-градусном спирте, который несколько раз

Половые органы
523
сменяют. Затем абсолютный сппрт, метплбензоат—целлоидин по Петерфи,
бензол, парафин. Этим путем удается почти полностью избежать появления
щелей, очень легко образующихся при сжатии между канальцами семенника
и лежащей между ними межуточной тканью; эти щели возникают не столько
при фиксации, сколько при последующей обработке. Я получал очень хорошие
результаты и при заливке через диоксан (см. 353).
Наиболее естественную картину распределения мзжуточной ткани
получают при изготовлении срезов из нефиксированного семенника на
замораживающем микротоме с ножом глубокого охлаждения (см. 520). Семенники,
зафиксированные формалином, не следует сразу переносить в 90-градусный
спирт, так как семенные канальцы в этом случае сильно сморщиваются.
Их переносят, лучше всего, на 1—3 дня в 3-процентный раствор
бихромата калия и затем промывают в воде или в 50-градусном спирте, который
2—3 раза сменяют.
Чтобы равномерно зафиксировать семенник крупного животного, лучше
всего фиксирующую жидкость инъипировать через внутреннюю семенную
артерию. Если это невозможно, то сначала семенник целиком подвешивают
в жидкости на 20—60 мин., а затем нарезают его на кусочки. Для тонких
цитологических исследований необходимо, конечно, фиксировать маленькие
кусочки.
2174. Штиве (1923) фиксирует семенники мыши по 333. Фиксирующую
жидкость нагревают перед употреблением до температуры тела. Семенники
оставляют в ней 3 часа при 37°. Потом их помещают на 24 часа в 70-градусный
спирт с иодом; затем медленно, повышая крепость спиртов каждый раз на
5%, проводят до абсолютного спирта; затем через хлороформ и хлороформ—
парафин в парафин (точка плавления 52°). Все процедуры, вплоть до
парафина, производят при 37°.
2175. Аллен (1919) применяет следующий способ, годный и для других
нежных объектов:
а. Фиксируют в жидкости, приведенной в 310, но вместо 5 см3
прибавляют к ней 10 см3 ледяной уксусной кислоты.
Для проведения фиксации животное (крысу) сначала промывают через
грудную аорту раствором Рингера или Локка; затем инъицируют
фиксирующую жидкость, подогретую до 38° до тех пор, пока семенники не станут
твердыми. После этого семенники подвешивают еще на 30 мин. в свежую теплую
фиксирующую жидкость и, наконец, нарезают лезвием безопасной бритвы
на кусочки, толщиной примерно 4 мм.
б. Для получения хорошего результата очень важны последующая
промывка и обезвоживание; при обезвоживании следует повышать концентрацию
спирта по каплям и одновременно поддерживать жидкость в движении с
помощью проходящего тока воздуха.
Препараты сперва переносят на 45 мин. из фиксатора прямо в
5-градусный спирт. Затем каплями приливают 10-градусный спирт, к которому для
удаления пикриновой кислоты прибавляют около 1 % насыщенного раствора
углекислого лития. Когда концентрация спирта достигнет 10%, капли смеси
прибавляют медленнее (1 каплю в 10 сек.). Через 2 часа переносят в свежий
10-градусный спирт и каплями прибавляют 50-градусный спирт (с
углекислым литием), приблизительно по 1 капле в секунду; по достижении спиртом
30-градусной концентрации кусочки оставляют в нем на 1 час. После этого
к 30-градусному спирту маленькими каплями с интервалом в 5 сек. прибавляют
смесь из равных частей 50-градусного спирта и чистого светлого анилинового
масла. (Если появляется осадок, то это означает, что препарат содержит еще
слишком много пикриновой кислоты, и тогда его следует обратно поместить
в 30-градусный спирт.) Когда будет достигнута концентрация капаемой
смеси, начинают капать смесь равных частей 70-градусного спирта и анили-

524
Глава XXXII
нового масла; наконец капают чистое анилиновое масло (1 каплю в 10 сек.)
до полного вытеснения спирта (12—14час). При этой процедуре, по
достижении жидкостями соответствующей ступени конечной концентрации,
рекомендуется заменять их чистыми жидкостями с такой же концентрацией.
в. После полного пропитывания анилиновым маслом препарат становится
янтарно-желтым и совершенно прозрачным. Затем анилиновое масло нужно
вытеснить подходящей промежуточной средой, например бергамотным или
кедровым маслом, что также совершается путем медленного прибавления
капель. Наконец препараты, лежащие в чистом бергамотном масле,
постепенно пропитывают парафином. Начинают со смеси из 10 частей парафина
(точка плавления 52—55°) и 90 частей бергамотного масла и затем каждый
раз повышают, содержание парафина на 10%; при этом смесь подогревают
лишь настолько, чтобы она поддерживалась в жидком состоянии
(продолжительность проведения через весь ряд не менее 2 час). Наконец, объект еще на
2—3 часа помещают в чистый парафин, который 4—5 раз сменяют и заливают.
Такие же результаты получают при помощи упрощенного метода,
указанного Краллингером (1928). •
2176. Если приходится, сохранять жировые вещества, как это часто
делают при исследовании клеток Лейдига (межуточные клетки), то
фиксируют в формалине или формалине с бихроматом калия (см. 243), основательно
промывают в воде и заливают в желатину. Режут на замораживающем
микротоме. При использовании ножа с глубоким охлаждением (см. 520) семенник
можно резать на замораживающем микротоме и в нефиксированном
состоянии. Окрашивают соответствующими методами, приведенными в гл. XVI.
2177. Для изучения сперматогенеза маленькие кусочки фиксируют
сулемой с уксусной кислотой по Карнуа, Ценкеру или Аллену (см. 310
и 2175).
Жидкости Флемминга и Германа (см. 293) также дают хорошие
результаты, особенно на материале беспозвоночных (например, насекомых). Для
семенников саламандры в жидкость Германа прибавляют вдвое меньше
осмиевой кислоты, чем указано в 293. Как можно более мелкие кусочки оставляют
в жидкости на 24 часа или, лучше, дольше, 24 часа промывают в проточной
воде и переносят через спирт в парафин.
2178. Для окраски ядерных структур употребляют методы, приведенные
в 925—955.
2179. После фиксации в жидкостях Флемминга или Германа хорошие
результаты дает также предложенная Германом окраска сафранином—ген-
циановым фиолетовым. Тонкие срезы помещают на 24—48 час. в сафранин на
анилиновой воде (сафранина 1 а, абсолютного спирта 10 см?, анилиновой воды
90 см3; см. 617), промывают в воде, дифференцируют солянокислым спиртом
(не слишком сильно!) и промывают абсолютным спиртом. Затем в течение
3—5 мин. окрашивают генциановым фиолетовым (И сие3 концентрированного
спиртового раствора на 100 см3 анилиновой воды) и помещают на 1—3 мин.
в раствор иода с йодистым калием (1:2: 300), в котором срезы становятся
совершенно черными. После этого их дифференцируют 96-градусным спиртом
до тех пор, пока они не станут фиолетовыми с коричневатым оттенком.
Результат: хроматиновая сеть покоящихся ядер, а также стадии спиремы
и диспиремы фиолетово-синие, истинные ядрышки красные; на стадии же ме-
тафазы и анафазы хроматин окрашивается в красный цвет; цитоплазматиче-
ские структуры также видны очень отчетливо, будучи окрашенными в желто-
коричневый цвет; головка, промежуточный отдел, хвостик, спиральные нити
выступают ясно и имеют различную окраску (красно-синюю, фиолетово-
синюю).
2180. Акросомы спермиев и их зачаток в сперматидах («идиосома») могут
быть после фиксации в жидкости Гелли и окраски железным гематоксилином

Половые органы
525
очень красиво- выявлены посредством дополнительной окраски в спиртовом
растворе бензо-светового бордо; объект—морские свинки (Гейденгайн, 1926).
2181. Митохондрии в незрелых семенных клетках и в межуточных
клетках выявляют методами, приведенными в 969—998. Осмиево—гематоксилино-
вый метод (684) также дает хорошие результаты.
2182. Для выявления в спермиях митохондриев Рего фиксирует от 24 час.
до 4 дней в следующем растворе: 3-процентного раствора бихромата калия
100 см3, ледяной уксусной кислоты 5 см3, формалина 20 см3 (2—3 раза
сменить); хромирует без промывания 8 дней в 3-процентном растворе бихромата
калия, промывает 24 часа в воде и заливает в парафин. Срезы 10 дней
протравляют в 5—10-процентном растворе железных квасцов и окрашивают
гематоксилином по способу, изложенному в 988. При этой обработке
митохондрии синцития и ауксоцитов остаются бесцветными или окрашиваются очень
бледно. Напротив, при фиксации по прописи, приведенной в 976, митохондрии
названных клеток выступают очень резко, тогда как в спермиях остаются
почти неокрашенными.
2183. Для прижизненного наблюдения митохондриев половых клеток
годится, прежде всего, материал амфибий (например, Geotriton fuscus;
Терни, 1914) и, кроме того, семенники трутня (Бухнер, 1915).
2184. Материал для ' изучения сперматогенеза: Из беспозвоночных
можно, в частности, рекомендовать моллюска лужанку Paludina vivipara
(Мевес, 1903), у которой подходящие стадии встречаются в течение всего
лета. Из низших позвоночных особенно пригодна пятнистая саламандра.
Их фиксируют в сентябре и октябре, так как в это время сперматогенез
находится в полном разгаре. У болотной лягушки (Rana esculenta)
соответствующие стадий можно найти в августе, у птиц—в конце зимы и начале
весны. Кролики, крысы, мыши и морские свинки дают подходящий для
^исследования материал в течение всего года.
2185. Внутриклеточные белковые кристаллы клеток Лейдига, спермато-
гоний и клеток Сертоли фиксируются наиболее надежно спиртом или спирт—
формалином; они часто сохраняются и после простой фиксации формалином.
Кристаллы хорошо окрашиваются железным гематоксилином, генциановым
фиолетовым и т. п. '
2186. Для фиксации и окраски выводных путей и придаточных желез
специальных методов не требуется. . '
2187. Для фиксации бульбо-уретральной железы (небольшой
вестибулярной) Шаффер (1917) рекомендует спирт—формалиновую смесь (см. 2022).
В цитоплазматической сети железистых клеток железный гематоксилин
Гейденгайна окрашивает тончайшие зернышки. Для выявления атрактосом
(см.. 2038) Шаффер протравляет срезы 24 часа при 37° в жидкости Эрлиха
(см. 245) и после быстрой промывки в воде окрашивает азаном (см. 1489).
Клара рекомендует методику, приведенную в 2038.

Глава XXXIII
ОРГАНЫ ВНУТРЕННЕЙ СЕКРЕЦИИ
2188. Для получения обзорных картин могут быть применены почти
все употребительные методы фиксации и окраски. О методах количественного
определения, часто столь важных при изучении инкреторных органов,
см. 903. Для специальных целей можно привести еще следующие методы.
ЭПИТЕЛИАЛЬНЫЕ ТЕЛЬЦА (GLANDULA PARATHYREOIDEA)
2189. Для фиксации эпителиальных телец употребляют, в зависимости
от преследуемых целей, различные жидкости. Для обзорных препаратов
фиксируют по Гелли, Ценкеру, Буэну, Гейденгайну; для выявления жировых
веществ—в формалине; для обнаружения гликогена—по Карнуа или Жандру
(см. 1093). Тонкая зернистость, присутствующая в цитоплазме
клеток, так же, как и митохондрии, сохраняется лучше всего при фиксации по
Рего, Шампи или Альтману.
2190. Эпителиальные тельца не всегда легко обнаружить. Начинающим
лучше целиком положить в фиксатор и сериально нарезать гортань,
щитовидную железу и прилегающий участок трахеи и пищевода, взятые от крысы,
мыши или морской свинки. Тогда плотно прилегающие к ткани щитовидной
железы эпителиальные тельца будут найдены наверняка. Для нахождения
эпителиальных телец человека на изъятых целиком шейных органах со
спинной стороны прослеживают разветвления нижней щитовидной артерии.
Макроскопически эпителиальные тельца легко смешать с лимфатическими
железами.
2191. Для обнаружения жировых .веществ, гликогена и митохондриев
производят окраску по методам, приведенным в гл. XVI. Соединительная
ткань выявляется лучше всего азаном или по методу Билыповского.
2192. Оксифильные клетки выступают отчетливо при подкраске
эозином, кислотным фуксином, световым зеленым и т. п.
ГИПОФИЗ
2193. Фиксируют обычно в «суза», по Буэну, Штиве и т. п.: у крупных
животных и человека лучше всего инъицировать фиксатор через сонные
артерии. Если для специальных методов окраски предписывается особая
фиксация, то для получения желательного результата это указание следует
точно соблюдать.
2194. Для обзорных препаратов после названных в 2193 фиксаций
особенно рекомендуется окраска азаном; при этом эозинофильные клетки
окрашиваются в красный цвет, базофильные—в синий, хромофобные—в бледно-
фиолетовый. Кроме того, при этом методе выступают клетки особого типа,
окрашенные в желто-оранжевый цвет и названные Ромейсом (1941) е-клет-
ками. Коллоид синий и красный. Соединительная ткань резко синяя.

Органы внутренней секреции
527
Эозинофильные и базофильные клетки прекрасно выделяются и при
окраске метиленовым синим—эозином (см. 728). Метод Массона (см. 1496)
и его модификация, предложенная Валляртом (см. 1497), также дают очень
хорошие результаты.
Для специальных исследований паренхимных клеток железистой
части гипофиза были выработаны особые методы, из которых ниже приводятся
лишь наиболее употребительные.
2195. Окраска эозинофилъных (а) клеток по Краузе (1912). Фиксация
формалином. Заливка в парафин. Окраска: а) срезы, толщиной 5 ja, в течение
ночи протравляют в 5-процентном растворе бихромата калия при 37°; б)
хорошо споласкивают дестиллированной водой; в) окрашивают зрелым
гематоксилином Кульчицкого (см.. 1825) 24 часа при комнатной температуре;
г) споласкивают водой; д) дифференцируют в однократно разбавленном
растворе буры с железосинеродистым калием (см, 1822) до появления светло-
коричневатой окраски базофильных клеток; ж) основательно промывают
или докрашивают пикрофукспном; спирт; ксилол; бальзам. Результат:
эозинофильные клетки черные.
2196. Окраска базофильных (ß) клеток по Эрдгейму и Штумме (1909).
Фиксируют в формалине, спирт—формалине или по 2193. Срезы, толщиной
5 р., после интенсивной прокраски квасцовым кармином окрашивают 6—24часа
в свежеприготовленном растворе резорцин—фуксина. Дифференцируют
в 96-градусном спирте; абсолютный спирт; ксилол. Результат: ядра
красные, базофильные клетки сине-черные. Вместо предварительной окраски
кармином возможна также последующая окраска ядерным прочным красным.
2197. Метод Берблингера и Бургдорфа (1935). Предварительная
обработка. Фиксация в формалине или спирт—формалине. Заливка в парафин.
Окраска: а) освобожденные от парафина срезы окрашивают 2—48 час.
в спиртовом растворе крезофуксина. Промывают в 96-градусном спирте и
контролируют под микроскопом; б) дестиллированная вода, несколько минут;,
в) окрашивают ядра квасцовым кармином 3 часа; г) споласкивают
дестиллированной водой; д) окрашивают 5 мин. в следующем растворе: оранжевого
G 2 а, фосфорномолибденовой кислоты 1 а, дестиллированной воды 100 см3;
е) быстро споласкивают дестиллированной водой; ж) срезы обсушивают
фильтровальной бумагой; з) окрашивают 10—20 мин. в растворе анилинового
синего (см. ниже); и) споласкивают в воде; к) дифференцируют в 75-градусном
спирте до прекращения отдачи облачков краски; л) обезвоживают в
96-градусном и абсолютном спирте; ксилол; бальзам. Результат: ядра красные,
гранулы эозинофильных клеток оранжево-желтые, гранулы базофильных
клеток красно-синие, остальные темносиние; главные клетки бледносиние или
серые; соединительная ткань синяя.
Приготовление раствора анилинового синего:
0,5 а воднорастворимого анилинового синего на 100 см3 дестиллированной
воды и 8 см3 ледяной уксусной кислоты. Смесь кипятят и после
охлаждения фильтруют. Стойкий основной раствор разбавляют перед окраской 2
частями дестиллированной воды.
2198. Окраска крезазаном по Ромейсу (1940). Фиксируют в «суза», смеси
сулема—формалин—ледяная уксусная кислота или в формалине. Заливают
через метилбензоат—целлоидин в парафин или через спирт—эфир в
целлоидин— парафин. Толщина срезов не более 5 р.. Целлоидин—парафиновые срезы
после растворения парафина должны быть обычным путем освобождены от
целлоидина спирт—эфиром. Срезы из сулемового материала для удаления
сулемовых осадков обрабатывают, как обычно, спиртом с иодом. Окраска:
а) срезы из дестиллированной воды через 80-градусный спирт переносят
в резорцин—фуксин, в котором их оставляют до появления интенсивной
черно-синей или черно-коричневой окраски ß-клеток. Продолжительность

528 Г лава XXXIII
окраски варьирует в зависимости от фиксации препаратов и возраста
красящего раствора. В благоприятном случае достаточно уже 1 часа, в других
«случаях срок должен Дыть продлен на несколько часов или, на ночь. Для
проверки окраски срез споласкивают 96-градусным спиртом и рассматривают
под микроскопом. Следует избегать;слишком длительного окрашивания,
так как в противцом. случарти остальные клетки также принимают серый тон
и последующие окраски получаются нечистыми. То же самое происходи*
и при несоответствующей фйкрацщс..Раствор резорцин—фуксина
приготовляют точно по 1561. Он должен быть' по возможности свежим и для.
данной цели им можно пользоваться не дольше 2—3 недель; б)
дифференцируют в 3 порциях 96-градусного спирта до обесцвечивания фона и четкого
выделения ß-клеток. В последней чистой порции спирта срезы оставляют
на 15 мин:; в) помещают в анилиновый спирт .(0,1 см? анилинового
масла на 100 см3 90-градусногр спирта), 15 мин.; г) азокармиц G, 45—,
60 мин. при 58° в закрытой склянке; затем 30 мин. остужают (приготов^
ленив по.]'1489);, д) дифференцируют в анилиновом спирте до четкого
выявления а-клеток и до обесцвечивания соединительной, ткани; е) анилин
быстро дмывают в уксуснокислом сццрте (1 см3 ледяной уксусной кислоты
на 100 ем3 96-градусного^спирта), 0,5 мин.;.ж) промывают в
дестиллированной воде; з) 5-процентнад фосфорномол^бденовая кислота, 4мин.; и) обсушит
вают. фильтровальной бумагой; к) раствор анилинового синего по 2197]
40 мин.; л) быстро споласкивают дестиддированнрй водой; м) дифференци
руют в 96-градусном спирте до прекращ§дая,ртдачи крупны* облачков крас
ки; н) абсолютный спирт; ксилол; бальзой- JPе з у л ь т а т: а-клёйш ярка
красные, ß-клетки интенси|ро^коричнева^^^ до сине-фиолетовых
Т-клетки светлофиолетовые>^кяетки кобальтовё^йние; соединительная щьщ
синяя; коллоид синий и красный. , - . ^ ^ - " ' *ъ:>
Для некоторых целей, бывает желательно еще добавить о^расдуоранже-, "
вым; в этом случае препараты после промывки в дестиллированной воде
помещают на 5 мин. в следующий раствор: ораржевого G..2 г, фосфор'но-
молибденовоц кислоты 1 г, дестиллированной воды'.100.ом?, затем быстро
споласкивают дестиллированной водой, помещают в 5-процентный раствор
фосфорномолибденовой кислоты на 4 мин/и т. д.
2199. Окраска толуидиновым Ьцним по Валльраффу (1939). Таварес де
Суза (1938) цашел, что: гранулу базофильных клеток окрашиваются методом.
Салазара в интенсивны^ черный цвет (см. 2155). Валльрафф обнаружил, что
таннинофильные грану;гщ-,базофильных клеток при дополнительной окраске
толуидиновым синим 03#gb прочно удерживают этот краситель и
использовал это наблюдение для Дальнейшего улучшения метода выявления базофилов.
Методика: а) фиксируют в жидкости Буэна;' заливают в парафин;
б) срезы, толщиной 5 р., гпрсле удаления парафина и отмывки пикриновой
кислоты в дестиллированйрй воде помещают на 2—3 мин. в танниновый
раствор по Салазару (см. .2155); в) споласкивают дестиллировднрой водой;
г) помещают на 30 сек. ^ 3-—4-процентный раствор железные квасцов;
д) споласкивают дестиллированной водой; е) дифференцируют в.
солянокислом спирте (0,5 см3 аптёянсгй соляной кислоты" на, 100 см3. К^градусного
спирта); ж) промывают в 70-градусном спирте; Ь)"окрашивают^'в^Гзокар-
мине В, 30—45 мин. в термостате. Обрабатывают анилиновым спиртом
и уксуснокислым спиртом, ка$ прц; окраске азаном (см.* 1489); и) 96- и
70-градусный спирты, дестиллцррванв^ая вода; к) окрашивают? в 0,2—1-проце^тнрм
водном растворе толуидинррого синего, .1—3 мин-.;* л) дифференцируют
в 96-градусном спирте, 24 часа; м) абсолютный спирт; ксилол; бальзам
Результат: базофильцые клеточные гранулы и коллоид темносиние-
остальные клетки серые ц без различимой вернисоюсти, ядра яркокрасныё!
соединительная ткань^©рн^-срняя. ^ ^. * [^ _ _ V,.^

Органы внутренней секреции
529
Если сократить срок окраски в толуидиновом синем и соответственно
х уменьшить продолжительность дифференцировки в 96-градусном спирте,
то остаются окрашенными и гранулы эозинофилъных клеток.
2200. Метод Северингхауза (1932).
а. Предварительная обработка: 1) маленькие кусочки фиксируют в смеси:
2-процентной осмиевой кислоты 1 часть, 3-процентного бихромата калия
2 части, 1-процентной хромовой кислоты 1 часть, 24 часа; 2) промывают в
сменяемой несколько раз дестиллированной воде, 30 мин.; 3) протравляют в смеси
1 части древесного уксуса с 2 частями 1-процентной хромовой кислоты,
18—24 часа; 4) промывают в сменяемой несколько раз дестиллированной
воде, 30 мин.; 5) протравляют 3—6 дней в 3-процентном бихромате калия;
6) промывают в проточной воде, 24 часа; 7) в течение' 6 час. проводят но
спиртам возрастающей крепости до 96-градусного; 8) абсолютный спирт,
1 час; абсолютный спирт с кедровым маслом (1 : 1), 12—24 часа; кедровое
масло, 24 часа; кедровое масло с ксилолом (1 : 1), 1 час; ксилол, 1 час;
ксилол с парафином, 6 час; мягкий парафин (45°), 48 час; 9) заливка через
4—5 порций парафина (60—62°), в каждой по 20 мин.
б. Окраска: 1) изготовляют серийные срезы толщиной 3 при
охлаждении парафина; 2) освобожденные от парафина срезы доводят до
дестиллированной воды;, покрывают 20-процентным раствором кислотного фуксина на
анилиновой воде, 2—3 раза подогревают до появления паров; 3) промывают
в дестиллированной воде и наносят каплями разбавленную пикриновую
кислоту (1 часть насыщенного раствора пикриновой кислоты на абсолютном
спирте и 7 частей 20-градусного спирта); дифференцируют под контролем
микроскопа, 15—60сек.; 4) споласкивают дестиллированной водой и помещают
на 1 мин. в 1-процентную фосфорномолибденовую кислоту. Основательно
промывают и окрашивают 0,5—1 мин. в смеси из 7 частей 1-процентного раствора
метилового зеленого, 5 частей 1-процентного раствора кислотного
фиолетового, 5 частей 50-градусного спирта. Промывают в дестиллированной воде;
обсушивают; 5) 95-градусный спирт, 5 сек.; дифференцируют в смеси:
абсолютного спирта 1 часть и гвоздичного масла 3 части. Обсушиваю^, быстра
проводят через абсолютный спирт в ксилол, бальзам.
Результат: эозинофильные гранулы красные, базофильные синие,
митохондрий яркие фуксиново-красные, ядрышки красные, эритроциты
оранжево-желтые.
Если желательно выявить аппарат Гольджи, то материал после
фиксации промывают 24 часа в проточной воде, споласкивают в дестиллированной
воде и затем помещают в 2-процентную осмиевую кислоту на 8—10 час.
при 40°, а на последующие 4—6 дней при 35°. После этого промывают
в проточной воде, проводят по спиртам и т. д. Перед окраской срезы
на 1 мин. помещают в 0,1-процентный раствор перманганата калия
и после промывки на такой же срок в 1-процентную щавелевую кислоту.
Промывка.
2201. Метод Клевеленда, Рюккера и Вольфе (1932).
Предварительная обработка: 1) фиксируют в
жидкости Рего 5 дней (ежедневно возобновляют); 2) хромируют 8 дней в
3-процентном растворе бихромата калия (сменяют каждые 2 дня); 3) промывка
в проточной воде, 24 часа; 4) возможно быстро проводят через ряд спиртов
в кедровое масло, в котором кусочки оставляют несколько дней (при слишком
продолжительном действии кедрового масла материал становится очень
хрупким); 5) дссилол, 1—2 часа, и заливка в парафин (60°).
Окраска; 1) срезы толщиной 2—3 |i освобождают от парафина,
переносят через спирт .в воду, а затем 3 мин. окрашивают в гематоксилине
Эрлиха (см. 666); 2) промывают в дестиллированной воде и синят в растворе
углекислого лития; 3) протравляют в 5-процентном растворе бихромата калия
34 в. Ромейо

530
Глава XXXIII
(ежедневно сменяя) 3 дня в темноте; 4) быстро споласкивают в
дестиллированной воде и окрашивают в 0,5-процентном водном растворе эритрозина; 5)
промывают в 2 порциях дестиллированной воды; 6) окрашивают в смеси:
оранжевого G 2 г, фосфорномолибденовой кислоты 1 а, дестиллированной воды
100 см3, обычно достаточно 2—3 мин.; 7) споласкивают дестиллированной
водой; 8) окрашивают 30—60 сек. в 1-процентном водном растворе
анилинового синего; 9) быстро споласкивают в дестиллированной воде проводят через
95-градусный спирт, абсолютный спирт, абсолютный спирт с ксилолом
(1 : 1); ксилол; бальзам.
Результат (авторы различают 4 типа клеток): негранулированные
клетки с неокрашенной или светлосиней цитоплазмой, клетки с синей
цитоплазмой и пурпурнокрасными гранулами, клетки с оранжево-красными
гранулами и клетки с желтыми гранулами. Ядра синие, соединительная ткань
синяя. Количественные соотношения клеток отдельных типов варьируют
в зависимости от вида животного.
2202. Коллоид очень хорошо выявляется методом, предложенным Кра-
усом для коллоида щитовидной железы (см. 2237). Нужно следить под
микроскопом за тем, чтобы дифференцировка в растворе кислотного фуксина
с таннином продолжалась до тех пор, пока базофильные клетки не станут
почти красноватыми; эозинофильные же при этом должны сохранить синюю
окраску.
2203. Окраска кислотным фиолетовым—кислотным фуксином по Мау-
реру и Льюису (1922), для выявления клеток промежуточной доли гипофиза.
Фиксируют в жидкости Ценкера без уксусной кислоты, 24 часа при 38°, и
заливают в парафин. Окраска: срезы после удаления сулемы (см. 572)
помещают на 20—30 сек. в смесь из 70 см3 1,7-процентного раствора
кислотного фуксина и 30 см3 насыщенного раствора кислотного фиолетового. После
этого быстро обсушивают, обезвоживают в ацетоне и переносят в ксилол.
Затем дифференцируют в гвоздичном масле с абсолютным спиртом (3 : 1)';
обсушивают; ксилол (несколько раз сменяют); бальзам. Результат:
в клетках промежуточной доли видны нежные синие гранулы; они отличаются
от гранул базофильных клеток передней доли своей более светлой окраской
и меньшими размерами; эозинофильные клетки красные; соединительная ткань
синяя.
2204. Аргирофильная соединительная ткань очень хорошо выявляется
методом серебрения Гёмёри (см. 1533), лучше всего после фиксации по Карнуа
(Ромейс, 1940).
2205. Нервные волокна задней доли гипофиза очень хорошо выявляются*
на замороженных срезах, после фиксации нейтральным формалином,
методом серебрения с едким натрием по О. Шультце (см. 1808). Этот метод имеет
лишь тот недостаток, что легко импрегнирует также и часть питуицитных
волокон (Ромейс, 1940). Наилучшую, наиболее полную и ясную
импрегнацию Ромейс получал на парафиновых срезах методом Бодиана (см. 1816
и 1818).
2206. Для выявления питуицитов и питуицитных волокон используют,
прежде всего, метод импрегнации углекислым серебром для олигодендроглии
Рио-Хортега (см. 1861). Если материал удается обработать в первые же дни
после помещения в бром—формалин, что следует предпочесть, то лучше
всего пользоваться оригинальным методом; если же позднее, то
предпочтительнее модификация Пенфилда (см. 1868). На удавшихся препаратах
аргирофильные и коллагеновые соединительнотканные волокна должны
быть бесцветными или лишь бледно окрашенными. Для получения
хорошего результата необходимо фиксировать, по возможности сразу после
смерти,^ так как питуициты быстро претерпевают посмертные изменения
(Ромейс, 1940).

Органы внутренней секреции
531
Удовлетворительная импрегнация питуицитов получается, по Ромейсу,
лишь при разбавлении используемого для восстановления формалина
(см. 1861) обычной водой. Чашку с формалином во время восстановления
следует покачивать. Кроме того, нужно учесть, что структуры часто
выступают отчетливо лишь при золочении (основной раствор: коричневого
хлорного золота 1 г, дестиллированной воды 100 см3, ледяной уксусной
кислоты 3 капли; для золочения 1 см3 разбавляют 4 см3
дестиллированной воды). Продолжительность золочения около 30 мин. при комнатной
температуре.
2207. Для различения питуицитных волокон от соединительной ткани
Ромейс (1940) обрабатывает парафиновые срезы из материала,
фиксированного по Карнуа или Буэну следующим образом: а) предварительная
обработка перманганатом калия и щавелевой кислотой по 1525; б) импрегнации
серебром и золочение по Билыповскому (см. 1525); в) промывка в проточной
воде, 30 мин.; г) окраска в смеси (кислотного фуксина 2 г,
дестиллированной воды 100 см3, ледяной уксусной кислоты 1 см3), 5 мин.; д) промывка
в дестиллированной воде; е) помещают в 1-процентную фосфорномолибде-
новую кислоту на 5 мин.; ж) промывка в дестиллированной воде; з) окунают
в 1-процентную уксусную кислоту; и) обсушивают; к) абсолютный спирт;
ксилол; цедакс. Результат: решетчатые волокна черные, питуицитные
волокна интенсивно красные.
2208. Для различения питуицитных и нервных волокон сначала
импрегнируют вместо соединительной ткани нервные волокна по Бодиану (см.
1816), а затем дополнительно окрашивают питуицитные волокна по 2207
кислотным фуксином. Для одновременного выявления нервных волокон
(черные), питуицитных волокон (фиолетовые) и соединительной ткани (синяя),
Ромейс (1940), после окраски нервов по Бодиану (см. 2205), окрашивает
препараты азаном.
2209. Пигмент в задней доле гипофиза особенно хорошо окрашивается
на свежих препаратах нейтральным красным (Кон, 1910). Для этого свежие
расщепленные кусочки помещают в слабый раствор нейтрального красного
на 0,9-процентном растворе поваренной соли. Через 15—30 мин. пигментные
зернышки становятся яркокрасными. На фиксированных препаратах
пигмент становится после железного гематоксилина черрш; водные растворы
толуидинового синего, тионина или метиленового синего окрашивают его
в сине-зеленый или зеленый цвет. Очень резкую окраску дает также поли-
хромный метиленовый синий, например при окраске по 2237. Как в свежем,
так и в фиксированном состоянии он обычно обнаруживает очень сильно
выраженную аргентаффинность (см. 1129; Ромейс, 1940).
Дальнейшие указания о технике исследования гипофиза см. Бену а
(1935) и Ромейс (1940).
ПОЛОВЫЕ ЖЕЛЕЗЫ
См. гл. XXXII
НАДПОЧЕЧНИКИ И ХРОМАФФИНОВАЯ ТКАНЬ (ПАРАГАНГЛИИ)
2210. Ввиду быстрого наступления посмертных изменений, особенно
в мозговом веществе, фиксацию надпочечника следует производить по
возможности сразу после смерти. Кроме того, нуяшо учитывать очень большую
чувствительность ткани к давлению (при перерезке органа). Это относится
главным образом к клеткам мозгового вещества, которые, особенно у более
крупных животных, - сохраняются удовлетворительно обычно лишь приг
фиксации через сосуды. Надпочечники же мелких животных, таких, как мышь
или крыса, хорошо фиксируются и при помещении в жидкость целиком.
34*

532
Глава XXXIII
Выбор фиксирующей жидкости зависит от цели исследования. Для
обзорных препаратов весьма рекомендуется «суза» или
сулема—формалин—ледяная уксусная кислота.
2211. Хромаффиноеая реакция клеток мозгового вещества. Со времени
Генле (1865) известно, что клетки мозгового вещества надпочечника црц
фиксации в жидкостях, содержащих бихромат калия, например в жидкости
Мюллера, интенсивно окрашиваются в коричневый цвет. Эта реакция в
надпочечнике обусловлена адреналином. Таким же образом ведут себя и
хромаффиновые клетки параганглий, для которых изложенное ниже
применимо в равной степени.
2212. Сущность реакции, которую Борберг (1919), Т. и А. Огата (1923)
и другие авторы сводят к образованию окиси хрома, в действительности
основана на образовании хингидронов (Жерар, Кордье и Лизон, 1930),
Коричневая окраска не имеет отношения к красящему действию хромовой соли;
она обусловлена самим продуктом окисления реагирующих веществ. Поэтому
окраска может быть получена ц действием окисляющих веществ, лишенных
хрома, например йодистым калием. Эту реакцию дают исключительно ди-
и полифенолы, аминофенолы в орто- или пара-положении. Положительный
результат указывает, таким образом, на присутствие одного из этих
соединений.
2213. Проведение реакции. Борберг (1912) цри систематических
исследованиях нашел наиболее сильную коричневую окраску при следующей
фиксации. Объект помещают в жидкость Мюллера на 1 или несколько дней,
затем на 1 день в жидкость Мюллера с формалином (9:1), далее на 1 или
несколько дней снова в жидкость Мюллера. Общая продолжительность
фиксации не должна быть меньше 3 дней; после этого достигается
максимум коричневой окраски. Промывают 24 часа в проточной воде и т. д.
Я не могу подтвердить данных Кучера-Айхбергена* согласно которым
после 6-часовой фиксации в жидкости Мюллера коричневая окраска
получается такой же интенсивности, как и после 6-недельной.
2214. Сохранность клеток при фиксации по 2213, к сожалению, очень
плохая. Поэтому я предпочитаю, по примеру Пфейфера и Яриша (1919),
сразу фиксировать препарат в смеси из 9 частей бихромата калия
(3,5-процентного) и 1 частц формалина, а через 24 часа переносить на 3 дня в чистый.
3,5-процентный раствор бихромата калия. Затем 24-часовая промывка в
проточной воде.
Коричневая. окраска при этом несколько более желтоватая и потому
более светлая, но сохранность препарата несравненно лучше.
2215. Жидкости, содержащие сулему, дают неровные результаты, а
содержащие хромовую кислоту или спирт—даже отрицательные.
Прибавление уксусной кислоты (свыше 0,5%) или крепкого формалина (свыше 10%)
также вредно. Это следует учитывать, в частности, при сравнительных
экспериментальных исследованиях.
2216. Коричневая окраска хромаффиновых клеток сильнее всего
выступает без подкраски или с подкраской квасцовым кармином на срезах,
помещенных в глицерин; но и на целлоидиновых и парафиновых срезах она также
видна очень хорошо. Для сравнительных исследований парафиновая техника
имеет преимущество благодаря равномерной толщине срезов. Наряду с
окраской срезов квасцовым кармином, ядерным прочным красным и гемалауном
можно также весьма рекомендовать применение азана и трехцветной окраски
до Массону (см. 1495).
2217. Окраска по Визелю: а) фиксация по 2214; б) 1-процентный водный
раствор толуидинового синего, 20 мин.; в) промывка в обычной воде,
5 мин.; г) 1-процентный водный раствор сафранина, 20 мин.; д)
дифференцировка . в. 96-градусном спирте до вторичного появления синей окраски;

Органы внутренней секреции
533
е) карбол-ксилол; ксилол; бальзам. Результат: хромаффиновыеклетки
веленью, ядра красные, цитоплазма остальных клеток синяя.
2218. Обнаружение аргентаффинных веществ производят по Массой—
Гамперлю (см. 1129).
2219. Т. и А. Огата рекомендуют (1923) для этого следующий способ:
а) возможно более тонкие свежие кусочки железистой ткани помещают без
предварительной фиксации на 2 часа в 1-процентный раствор аммиака; б) на
3—5 час. переносят в раствор аммиачного серебра по Билыповскому (см.
1587)9 наполовину разбавленный дестиллированной водой; в) помещают
на 3Q мин. в сменяемый несколько раз 1-процентный раствор аммиака;
г) фиксируют в 3-процентном растворе гипосульфита, 1 час.; д) промыт
вают в воде, 1 час; е) фиксируют в формалине (1 : 10) и нарезают на
замораживающем микротоме. Результат: в хромаффийовых клетках
(как и в кровеносных сосудах) обнаруживаются многочисленные черные
зернышки.
До промывки срез следует проводить, избегая по возможности,
дневного света.
2220. Жировые и липоидные вещества в коре надпочечника исследуют с
помощью методов, приведенных в 1027—1088 (гл. XVI). При этом нужно
учитывать, что липоидные вещества, находящиеся в коре и чернящиеся осмиевой
кислотой, в процессе заливки очень легко растворяются при более
длительном действии толуола, бензола, хлороформа, бергамотного масла, а также
терпинеола (см. 1057). Даже в парафиновом масле, куда срезы переносят
через спирт и терпинеол, они через некоторое время оказываются большей
частью растворенными. Лучше всего производить осмирование на
замороженных срезах и помещать их в глицерин.
2221. Двоякопреломляющие липоиды коры исследуют на свежих или '
фиксированных формалином срезах под поляризационным микроскопом
(см. 1039 и 1074). Вельтман (1913) наблюдал в поляризованном свете-
срезы, фиксированные в формалине и нагретые до 80° с сульфатом
нильского голубого.
2222. В надпочечнике лягушки, кроме хромаффиновых клеток и клеток
коры, находится еще третий вид клеток (так называемые летние клетки);
в их цитоплазме при окраске гемалаун—эозином или триацидом обнаружив
вается красная зернистость (ацидофильные клетки Патцельта и Кубика, 1912).
Эти гранулы окрашиваются в красный цвет и при применении метода Визеля
(см. 2217; К. Вальтер, 1917).
2223. Соединительная ткань в корковом и мозговом веществе
надпочечника наиболее полно выявляется при импрегнации серебром по
Билыповскому и т. д. (см. 1525). Для нервной ткани рекомендуются методы Билыповского
(см. 1909), Грос—Шультце (см. 1793) или О. Шультце (см. 1808).
ОСТРОВКИ ЛАНГЕРГАНСА ПОДЖЕЛУДОЧНОЙ ЖЕЛЕЗЫ
2224. Прижизненная окраска островков Лангереанса для
установления их числа и размеров. Для этой цели Бенсли (1912) убивает животное
кровопусканием и через аорту промывает 4—5 л раствора Рингера,
подогретого до температуры тела, к которому прибавлен нейтральный
красный или янус зеленый (1 :15 ООО; Кларк берет 1 : 50 000 и,
соответственно, 1 : 30000). Сосуды, не относящиеся к данной области, перевязывают
перед началом инъекции. ......
Уже вскоре после Сначала инъекции нейтрального красного поджелудоч- •
ная железа окрашивается в красный цвет. Когда интенсивйость- окраски
становится достаточной, кусочек железы помещают под микроскоп; при этом

534
Глава XXXIII
островки, интенсивно окрашенные в желто-красный цвет, отчетливо
выделяются среди красноватой экзокринной ткани. Вскоре после этого экзокринная
ткань из-за восстановления красителя обесцвечивается, тогда как островки
еще остаются окрашенными. При перекрашивании достаточно ненадолго
накрыть покровным стеклом, чтобы привести к обесцвечиванию.
При использованииянуса зеленого поступают также. Промывают до тех
пор, пока вся железа не станет интенсивно сине-зеленой. Затем железу
прикрывают куском брыжжейки, после чего экзокринная часть железы вследствие
восстановления красителя краснеет, тогда как островки остаются зелеными.
В подходящий момент, обычно через 15—20 мин., восстановление следует
прервать; для этого орган или выставляют на воздух или заливают
5-процентным раствором молибденовокислого аммония. Еслц этого не сделать, то
восстановление может захватить и островки (источник ошибок!). Важно
пользоваться подходящим красителем.
2225. Фиксация. Для обзорных картин годится почти любой фиксатор.
Для цитологических исследований (на митохондрии) применяют фиксацию
по Шампи или Рего для выявления различных типов клеток—метод,
указанный в 2230. Особая фиксация требуется при окраске по Лэйну (см. 2227).
2226. Окраска. Выделение островков Лангерганса на фоне экзокринной
железистой ткани, при отсутствии перекрашивания, удается очень хорошо
уже с помощью обычной окраски гемалаун—эозином. Кох (1913), так же как
Яффе и Лёвенфельд (1912, 1914), рекомендует метиловый зеленый—пиронин
по методу Паппенгейма—Унна (см. 723). Последние фиксируют для этого в
смеси из 2 частей жидкости Мюллера и 1 части 10-процентного формалина.
Очень ясные картины дает также паноптическая окраска по Паппенгейму
(см. 1403). Соединительнотканная оболочка островков наиболее резко
выступает при окраске азаном илц при импрегнации серебром (см. 1525).
2227. Лэйн (1907) различает в островках Лангерганса два различных
типа клеток, названных им типами А и В. Для окраски обоих типов
употребляют одинаковые красящие растворы, в частности генциановый
фиолетовый—оранжевый по Бенсли; характер же фиксации различен.
Фиксация для клеток типа А, Маленькие кусочки
железы помещают на 2—4 часа в смесь из равных частей насыщенного
на 96-градусном спирте раствора сулемы и 2,5-процентного раствора
бихромата калия. Промывка в 50-градусном спирте. Заливка в парафин.
Фиксация для клеток типа В. Маленькие кусочки
железы помещают на 24 часа в смесь: бихромата калия 2,5 а, сулемы 5 а,
дестиллированной воды 1Q0 см3 (жидкость Ценкера без сернокислого натрия
и ледяной уксусной кислоты). Промывка в воде. Обезвоживание. Заливка
в парафин.
Окра ска (по Л э й н—Б е н с л и): а)срезы из
дестиллированной воды помещают на 24 часа в нейтральный раствор генцианового
фиолетового (см. 2228); б) обсушивают фильтровальной бумагой; в) обезвоживают
в ацетоне; г) переносят в ксилол; д) дифференцируют в смеси 1 части
абсолютного спирта с 3 частями гвоздичного масла; е) ксилол; канадский бальзам.
Дифференцируют до тех пор, пока на коричневатом фоне не начнут
выделяться пурпурно-фиолетовые зимогенные гранулы экзокринных клеток.
Результат: при фиксации для клеток типа А в клетках А видны
мелкие интенсивно фиолетовые гранулы, клетки В окрашены лишь в бледно-
оранжевый цвет; при фиксации для Клеток типа В клетки В содержат
мелкие фиолетовые гранулы, тогда как клетки А окрашиваются в оранжевый
цвет. Наконец Бенсли различает еще свободные от зернистости клетки С
(в литературе обозначаются как a-, ß-, ^-клетки). ^
: 2228. Раствор генцианового фиолетового—оранжевого по Бенсли. Для
приготовления раствора смешивают и слегка взбалтывают 50 см3 насыщен-

Органы внутренней секреции
535
ного водного раствора геицианового фиолетового (или кристаллического
фиолетового) с равным количеством насыщенного водного раствора оранжевого G.
Если .йрибавлено надлежащее количество оранжевого G, то происходит
практически полное выпадение нейтрального красителя, который при избытке
оранжевого G опять легко переходит в раствор. Вжатом случае следует
вновь прибавить генциановый фиолетовый до полного выпадения.
Полученный таким образом осадок красителя практически нерастворим в воде и
легко растворим в спирте или ацетоне. Его собирают на фильтр, промывают
дестиллированной водой, высушивают и растворяют в 50 см3 абсолютного
спирта (основной раствор). Для окраски в 20-градусный спирт прибавляют
каплями такое количество основного раствора, чтобы жидкость приобрела
окраску хорошего гемалауна.* Такой разведенный раствор называется
нейтральным раствором геицианового фиолетового.
2229. Для одновременного выявления клеток А и В Бенсли (1912)
фиксирует, как указано выше. Затем: а) срезы помещают в нейтральный
раствор геицианового фиолетового на 24 часа; б) обсушивают; в) ацетон;
г) вода; д) фиксация в 5-процентном растворе молибденовокислого
аммония, 5 мин.; е) вода; ж) анилиновая вода—кислотный фуксин по Альтману
(см. 992), 5 мин. при 60°; з) дифференцировка в спиртовом (на
30-градусном спирте) растворе пикриновой кислоты; и) абсолютный спирт;
ксилол; бальзам. Результат: гранулы клеток А красные; клеток
В—фиолетовые.
2230. Приведенные выше методы фиксации дают не очень хорошие
результаты, поэтому для выявления в островках Лангерганса различных
клеточных типов лучше пользоваться способом Блума. Возможно более свежий
материал фиксируют в 9 частях основного раствора Ценкера с 1 частью
нейтрального формалина; продолжительность 6—8 час Затем заливка в
целлоидин. Срезы наклеивают и освобождают от целлоидина по Рубашкину—
Максимову (см. 557) и окрашивают азаном по 1489. Результат: клетки
А выступают в виде одиночных клеток, содержащих яркокрасные гранулы,
тогда'как клетки В окрашены в желтовато-оранжевый цвет и содержат
мелкие серо-оранжевые зернышки. Отдельные клетки с окрашенной в синий цвет
протоплазмой Блум обозначает как клетки D.
2231. После фиксации формалином или спирт—формалином, в островках
Лангерганса можно методом серебрения по Грос—Шультце (см. 1793) выявить
аргентофильные клетки («серебряные клетки»); по Фернеру (1938), это
незрелые, не вырабатывающие еще инсулина элементы, сравнимые с клетками а.
Этот метод особенно пригоден для того, чтобы обнаружить наиболее
надежным образом в определенный момент развития и функции поджелудочной
железы все «покоящиеся» клетки островков, как еще не функционирующие,
так и уже не функционирующие.
ЩИТОВИДНАЯ ЖЕЛЕЗА
2232. Прижизненные наблюдения фолликулов щитовидной железы
удаются у мелких животных, например у мыши, с помощью флуоресцентной
микроскопии в падающем свете по 71 и 151 (Гартох, 1932).
2233. Для изоляции фолликулов щитовидной железы Рингоф (1929)
помещает кусочи железы на 3 недели в смесь из 5 см3 ледяной уксусной
кислоты, 12 см3 глицерина, 1 г хлоралгидрата, 100 см3 формалина (1 : 9),
а затем мацерирует 1 час в 5-процентной соляной кислоте при 60°.
2234. Способ фиксации зависит от цели исследования. Для обзорных
препаратов пригодны все общеупотребительные методы. Если требуется
сохранить коллоид по возможности не сжатым, то рекомендуется фиксировать
в формалине, в бихромате калия с формалином, а маленькие кусочки

536
Глава XXXIII
и в жидкости Флемминга; жидкости, содержащие сулему и пикриновую
кислоту, для этого менее пригодны. Очень часто целесообразно приготовлять
замороженные срезы, так как сжатие обычно наступает впервые при
обезвоживании и заливке, или, по меньшей мере, в это время легко усиливается.
В соответствии с этим заливку следует проводить тщательно. При заливке
в целлоидин сжатие меньше, чем при заливке в парафин. Для
цитологических исследований железистых клеток используют соответствующие методы,
разобранные в гл. XVI.
2235. Бухер (1938) исследовал поведение коллоида щитовидной железы
после фиксации в абсолютном спирте, формалине, сулеме, пикриновой и
осмиевой кислотах. При этом обнаружилось, что каждой из этих жидкостей
соответствует более или менее характерная форма сжатия. Наименьшее
сжатие наблюдается при фиксации осмиевой кислотой и формалином, более
сильное дает сулема; после спиртовойчфиксации оно достигает 50%; самое сильное
сжатие происходит под действием пикриновой кислоты. Изоэлектрическая
точка при фиксации формалином лежит при pH около 3,5, при спирте около
4,0, при сулеме около 4,5, при пикриновой кислоте около 5,5.
2236. Для окраски обзорных препаратов, ачгакже для более тонких
исследований, например, секреторных процессов, весьма рекомендуется
окраска азаном, при которой столь же резко выявляется и соединительная ткань.
Жидкий коллоид окрашивается азаном в синий цвет, сгущенный же—
в красный.
При применении метода Салазара (см. &155) оказывается, что коллоид,
окрашивающийся азаном в синий цвет—таннинофилен, окрашивающийся
в красный цвет—таннинофобен. При.окраске по Валльраффу (см. 2199) первый
получается синим, второй красным. Коллоидные клетки также таннинофильны.
1 Гранулы активных главных клеток слабо таннинофильны (Груби, 1941).
2237. Для выявления коллоида весьма употребителен также метод,
предложенный Краусом (1914). Фиксируют по возможности свежий материал
в формалине (1 : 9) (важно!); лучше всего при 37°. Тщательно заливают
в парафин. Толщина срезов 3—5 ja. Окраска: а) срезы на 6 мин.
помещают в полихромный метиленовый синий (см. 1413); б) споласкивают
дестиллированной водой; в) дифференцируют в 25-процентном растворе таннина
до прекращения отдачи облачков в краски; г) окрашивают в растворе
кислотного фуксина с таннином (см. 2238) до появления резко синей окраски
клеточных ядер и красной окраски соединительной ткани; д) хорошо промывают
в дестиллированной воде; е) дополнительно окрашивают в 2-процентном
водном растворе кислотного фуксина, 1 мин.; ж) быстро споласкивают
водой; з) помещают на 30 сек. в 1-процентную фосфорномолибденовую кислоту;
и) промывают в воде, обсушивают, быстро проводят через абсолютный спирт
в ксилол и бальзам. Результат: танниноустойчивый коллоид от бледного
красновато-фиолетового до темного фиалково-синего цвета; фуксинофиль-
ный коллоид красновато-желтый или желто-красный; фуксинофобный коллоид
яркосинцй.
Тонкая зернистость танниноустойчивого коллоида представляет собой
искусственный продукт формалиновой фиксации. На плоскостях
соприкосновения различных коллоидов может появляться смешанная окраска,
например зеленовато-синяя.
2238. Раствор кислотного фуксина с таннином по Френкелю состоит
из смеси равных частей 0,5-процентного водного раствора кислотного
фуксина, 33-процентйого раствора таннина и глицериново-эфирной смеси.
2239. По Вайлю (1922) и Абрикосову (1924), различия в окраске,
появляющиеся при методе Крауса, обусловлены не химическими отличиями
в характере коллоида, а неспецифическими физико-химическими влияниями
(см. также 2236; Баргман, 1939).

Органы внутренней секреции
537
ЗОБНАЯ ЖЕЛЕЗА (ТИМУС)
2240. Для получения обзорных препаратов следует фиксировать в
сулемовой смеси Штиве (см. 333), которая хорошо проникает и в крупные куски
органа; при препарировании следует соблюдать особую осторожность, не
сдавливая и не растягивая препарированный орган. Не слишком объемистые
органы лучше всего фиксировать, не разрезая на кусочки; крупные органы
следует осторожно разъединить на обе их доли и надрезать поперечно к их
длинной оси. Для окраски обзорных препаратов используют обычные методы,
как, например, гемалаун—эозин, Доминичи и т. д.; они хорошо выявляют
разницу между корковым и мозговым веществом.
2241. Для более тонких цитологических исследований рекомендуется
фиксация в жидкости Гелли или Максимова (см. 1388). Для окраски этих
препаратов особенно пригодны методы, применяющиеся при гематологических
исследованиях: Максимова (см. 1396), Доминичи (см. 726), Гимза (см. 1401),
Паппенгейма (см. 1403); ретикулярный остов и тельца Гассаля хорошо
выявляются также методом Пачини (см. 1499).
2242. Для изолированного выявления ретикулярного остова маленькие
кусочки свежей зобной железы помещают на 2—3 дня в спирт в треть, затем
переносят в воду и режут на замораживающем микротоме. Срезы толщиной
30—40 [а вначале интенсивно окрашивают гемалауном; после этого их
освобождают от лимфоцитов встряхиванием или при помощи кисточки.
2243. Удаление из зобной железы лимфоцитов можно получить также
и голоданием (Гаммар, 1910, и другие) или действием лучей Рентгена
(Рудберг, 1907, и другие; акцидентная инволюция).
2244. При всех более обстоятельных исследованиях зобной железы
следует учитывать, что ее гистологическая картина в очень сильной степени
зависит от возраста и условий существования. То же относится и к размерам
органа. Поэтому подробный анализ достигается лишь в том случае, если
наряду со структурными отношениями устанавливают количественные
соотношения отдельных частей органа. Применяемая для этого техника
исследования была образцово развита Гаммаром (1914, 1924, 1926а и Ь),
основательные работы которого следует всячески рекомендовать (см. также 904).
Техника исследования Гаммара применима, в первую очередь, к человеку.
Для кролика методика исследования разработана учениками Гаммара Зан-
дегреном (1917), Гедда (1921), Бломом и Адерманом (1923).
ШИШКОВИДНАЯ ЖЕЛЕЗА (ЭПИФИЗ)
^ 2245. Для получения обзорных препаратов достаточно зафиксировать
одним из употребительных фиксаторов, например формалином, «суза»,
сулема—формалин—ледяной уксусной кислотой, смесью Буэна, а затем окрасить
гемалаун—эозином или азаном. Шишковидные железы более старых
животных часто содержат весьма обильные известковые отложения, поэтому их
нужно декальцинировать. Процесс декальцинации происходит быстро.
2246. Выявление отдельных тканевых компонентов шишковидной
железы производят соответствующими методами, приведенными в различных
разделах. Астроциты импрегнируют по методу Кахаля золотом с сулемой
(см. 1849). Глиадьные волокна хорошо выступают при окраске в красный
цвет после фиксации в «суза» и окраски азаном. Они хорошо окрашиваются
и железным гематоксилином.
2247. Пинеальные клетки с их характерными отростками лучше всего
выявляются методом, предложенным для этого Рио-Хортега (1923): а)
фиксируют в формалине 1 : 10 (не менее 2 дней); б) режут на замораживающем

538
Глава XXXIII
микротоме; срезы тщательно промывают в сменяемой несколько раз воде;
Ь) помещают в 2-процентный раствор азотнокислого серебра, на 10 сие8
которого прибавляют 3 капли чистого пиридина. В этом.растврре срезы
нагревают в течение 5—10 мин. до 50° и затем оставляют на несколько часов стоять
в термостате (37°); в некоторых случаях вместо этого лучше поместить срезы
в раствор на 24 часа при комнатной температуре. Срезы должны принять
темный охряно-коричневый тон; г) промывают в дестиллированной воде,
прибавив на 10 см? воды 2 капли пиридина; д) переносят в приведенный
в 1862 раствор углекислого серебра, на 10 см? которого прибавляют 3 капли
пиридина. Раствор нагревают приблизительно до 50° до появления
коричневой окраски срезов тона сепии; е) промывают в обычной или дестиллированной
воде; ж) восстанавливают в формалине 1 : 10; з) золотят в 0,2-процентном
растворе хлорного золота; для усиления окраски и получения фиолетовых
тонов раствор слегка подогревают; и) фиксируют в 5-процентном растворе
гипосульфита; промывают и т. д.
2248. Для выявления клеточных структур и клеточных включений
коллагеновой и аргирофильной соединительной ^гкани, Рио-Хортега
применяет еще методы серебрения с таннином, приведенные в 1547—1550.

Глава XXXIV
КОЖА И ЕЕ ПРОИЗВОДНЫЕ
ЭПИДЕРМИС ЧЕЛОВЕКА
2249. Подходящий свежий материал лучше всего получать из
хирургических клиник (например, от свежих ампутаций после несчастных случаев,
от пластических операций и т. п.). Для обычных обзорных препаратов
достаточен и трупный материал.
При применении ножа глубокого охлаждения (см. 520), можно на
замораживающем микротоме получать хорошие срезы кожи вместе с подкожной
жировой тканью и из свежего, нефиксированного материала.
2250. На коже, как и в других случаях, успех применения ряда методов
окраски зависит в большой мере от способа фиксации. Мартинотти (1924)
рекомендует, прежде всего, фиксацию нейтральным формалином; для
ороговевшей кожи он разбавляет 8 см3 40-процентного формалина и 92 см3
дестиллированной воды (продолжительность 5—8 дней). При патологически
измененной коже он применяет более высокую концентрацию (1 часть формалина
и 4 части дестиллированной воды). При заливке в парафин материал из
формалина переносят прямо.в 80-градуснйй спирт. Для ряда окрасок
необходима фиксация в абсолютном спирте (см. ниже). Для обзорных препаратов
пригодно большинство обычных способов фиксации.
2251. Чтобы при фиксации предохранить край кусочка от
сворачивания, часто бывает необходимым предназначенный для фиксации кусок кожи
еще до взятия приколоть булавками к пробковой или парафиновой пластинке,
обложенной фильтровальной бумагой. При волосатой коже, еще до
вырезания кусочков, волосы остригают возможно короче (ножницами, но не бритвой).
Шарпф (1926) рекомендует маленькие эбонитовые блоки, снабженные
никелевыми иглами. Иглы блока вкалывают в кожу; лишь после этого
обрезают кусочек кожи величиной с блок, отпрепаровывают его от подлежащей
ткани и вместе с блоком помещают в фиксирующую жидкость. Кусочек
остается затем растянутым на блоке вплоть до абсолютного сцирта.
2252. Важно, чтобы кусочки кожи не лежали в крепком спирте (выше
80-градусного) целыми неделями, так как со временем они становятся
в нем очень твердыми. Если желательно хранить незалитый материал, то
его следует в течение нескольких дней провести через спиртовый ряд в
подходящее масло, в метилбензоат, кедровое масло, терпинеол и т. п.;
можно также оставить препарат в формалине 1:10.
2253. Во многих случаях, например при приводимых ниже методах
Мартинотти, препараты, фиксированные в формалине, не заливают, а режут
на замораживающем микротоме; при этом Мартинотти избегает промывки
в воде до резки, а срезы собирает в разведенный, формалин (1:10);
2254. Большие объемистые куски кожи, служащие для обзорных
целей, лучше всего заливать в целлоидин. Для специальных же методов
окраски часто требуются очець тонкие срезы; по этой причине, а также
из-за сильной подкраски целлоидина каменноугольными красителями, лучше
заливать в таких случаях в парафин, в особенности по способу

540
Глава XXXIV
Петерфи через метилбензоат—целлоидин и бензол. Важно, чтобы препараты
были полностью обезвожены, что при использовании метилбензоатного
метода легко устанавливают по 1 появлению прозрачности. Следует
иметь в виду, что ороговевшая кожа обезвоживается медленнее, чем
многочисленные другие органы. Пропитывание парафином требует также
более . продолжительного времени. Плохо пропитанный препарат
режется так же плохо, как и неполностью обезвоженный. Куски кожи,
которые предварительно обрабатывались в течение 3—4 дней в
метилбензоат—целлоидине, я оставляю на"!—2 часа в бензоле (1—2 раза сменять),
на 2—3 часа в бензол—парафине и после этого на 24—48 час. в парафине
при 54°. После этого отлично режется даже сильно ороговевшая кожа
подошвы.
Многие авторы советуют, чтобы избежать употребления крепких спиртов,
проводить куски кожи из слабого сцирта в парафин через ацетон. Для
тонких исследований этот способ не рекомендуется.
2255. Обзорные препараты окрашивают гемалаун—эозином или
гемалаун—конго красным. Великолепную цветную картину дает окраска азаном,
а также методы Массона (см. 1496) и Пачини (см. 1499) с их модификациями.
2256. Для изоляции клеток эпидермиса, в частности клеток мальпигиева
слоя, Шиффердеккер (1886) обрабатывает маленькие нефиксированные
кусочки кожи при 40° водным раствором панкреатина — Pancreatinnm siccum
(Витте)* насыщенным при комнатной температуре. Через 3—4 часа после
такой обработки клетки эпидермиса кожно без труда соскоблить и изолировать.
Для сохранения материал переносят в смесь из равных частей воды, глицерина
и 96-градусного спирта.
2257. Для выявления клеточных связей Шуберг (1903) окрашивает
срезы несколько минут в смеси из 0,3—1 г далии, 12—20 см3 ледяной уксусной
кислоты и 80—85 см3 дестиллированной воды. После этого промывает в
воде, фиксирует окраску 5 мин. в 10-процентном растворе таннина,
промывает в воде и дополнительно обрабатывает 5 мин. 1-процентным раствором
рвотного камня; спирт; ксилол; бальзам.
В равной степени пригодны также методы Колосова и Воронина, см.
1287 и 1288.
2258. По Патцельту (1925), межклеточные щели и соковые пути можно
выявить на фиксированных формалином замороженных срезах с помощью
окраски тионином—пикриновой кислотой по Шморлю (см. 1643).
2259. Для выявления эпителиальных волокон особенно пригоден эпителий,
разрастающийся на краях канкроидов или эпителий кончика кондилом.
Волокно можно также очень отчетливо выявить и в нормальной коже,
например подошвы, ладони и т. д. Направление хода волокон выступает яснее
всего при исследовании замороженных срезов в поляризованном свете.
Гейденгайн (1911) советует в качестве объекта закладку эмбрионального
копыта, которую он фиксирует в сулеме.с ледяной уксусной кислотой или
в «суза» и окрашивает железным гематоксилином.
2260. Для эпителиальных волокон рекомендуется в первую очередь
окраска водным голубым—орсеином—эозином по методу Унна. Окраска
удается не только после фиксации спиртом, но и после фиксации
спирт—формалином, формалином, «суза», по Орту, Гелли. Окраску
производят по 1290. Сходные результаты дают также методы Пачини (см. 1499)
и Пачини—Вальтера (см. 1502).
2261. По второй прописи для окраски эпителиальных волокон Унна
(1928) окрашивает 10 мин. в смеси водного голубого орсеина—эозина,
приведенной в 1290, промывает в воде и окрашивает 5 мин. в
карбол—фуксине (1 в фуксина, 10 см3 абсолютного спирта, 2,5-процентной
карболовой кислоты до 100 см3) или 10 мин. в карбол—генциановом фиолетовом

Кожа и ее производные
541
(1 г генцианового фиолетового, 10 см3 абсолютного спирта, 2,5-процентной
карболовой кислоты до 100 см3). Затем вода; спирт; масло; бальзам.
2262. Патцельт (1925) для окраски эпителиальных волокон рекомендует
молибденовый гематоксилин Гельда (см. 1875); 1 каплю красящего раствора,
простоявшего, по меньшей мере, несколько недель, разбавляют 10—20 см3
дестиллированной воды и прогрессивно окрашивают, 6—24 час. Затем быстро
промывают в дестиллированной воде; спирт; ксилол; бальзам.
Эпителиальные волокна резко выступают окрашенными метахроматически в сине-серый,
местами в красноватый тон.
2263. Хорошие результаты дает также метод серебрения с таннином Рио-
Хортега (1917); он хорошо выявляет как эпителиальные волокна, так и
связующие волокна между эпителием и соединительной тканью (см. 1547).
2264. Благодаря этим методам старые окраски по К. Герксгеймеру
(1889), Кромайеру (1892) и другим стали более или менее излишними.
Предварительным условием применения последних является фиксация материала
спиртом. Толщина срезов не свыше 5 [х,
К. Герксгеймер окрашивает 10 мин. в генциановом фиолетовом на
анилиновой воде (см. 703), 1—2 мин. обрабатывает в растворе иода с йодистым
калием и дифференцирует в анилиновом масле—ксилоле (1 : 2). Кромай^р
окрашивает 15 мин. в метиловом фиолетовом 6В на анилиновой воде и
действует иодом с йодистым калием лишь 1 сек. См. также в 1426—1432.
2265. Кератогиалин зернистого слоя, как правило, уже при обычной
окраске гемалауном выступает окрашенным в интенсивно синий цвет.
Окраска зерен получается еще резче, если сперва сильно перекрасить
гемалауном, а затем на 10 сек. погрузить в 0,05-процентный водный раствор
перманганата калия (Унна). В таком случае кератогиалиновые зерна резко
окрашиваются в черно-синий цвет. По методу Пачици кератогиалин окрашивается
в/красный цвет; нуклеальной реакции кератогиалин не дает (Нюренбер-
гер, 1928).
2266. Концентрированный водный раствор крезилового прочного фиоле-
. тового окрашивает кератогиалиновые зерна, после фиксации в жидкости
Ценкера, метахроматически в красный цвет (Фик). Окрашивают 3—4 мин.,
промывают водой, извлекают краску 90-градусным спиртом до дифференцировки
соединительной ткани и быстро проводят через абсолютный спирт в ксилол
и бальзам. Роговое вещество окрашивается при этом в фиолетовый цвет.
2267. По Вальдейеру (1882), кератогиалиновые зернышки набухают
в 1—5-процентном едком калии на холоду и становятся при этом светлыми.
При нагревании растворяются одновременно с клетками, в которых они
содержатся (копыто лошади). Аммиак не изменяет зернышек, и этот реактив можно
с успехом применять для обнаружения кератогиалина, так как в аммиаке
большинство тканей становятся прозрачными. Азотная и соляная кислоты
действуют сходно со щелочами. В уксусной. и ледяной уксусной кислотах
кератогиалиновые зернышки длительное время остаются без изменения;
поскольку уксусная кислота вызывает быстрое набухание и просветление эпи-
телця, то, подобно аммиаку, ее можно с успехом использовать для
обнаружения кератогиалина. 1-процентный раствор углекислого натрия делает
крупные глыбки более прозрачными и вызывает их набухание. Крупные зернышки
менее устойчивы, чем мелкие. В спирте, хлороформе и эфире зерна остаются
неизмененными. Они растворяются в глицерин—пепсиновом экстракте и
трипсине. 4
2268. Элеидин, который по Лорбербауму и Унна (1925), состоит из смеси
холестерина и гистона, особенно в* большом количестве находится в
эпидермисе подошвы и ладони. По Унна (1928), полная и правильная картина
содержания элеидина может быть получена лишь на замороженных срезах
из нефиксированного свежего материала. По Мартинотти, для фиксации

542
Глава XXXIV
пригодны формалин и жидкости Орта и Буэна; фиксаторы же, содержащие
сулему, как, например, жидкости Ценкера, Гелли, дают худшие результаты.
Элеидин растворяется в воде, глицерине и аммиаке, в избытке соляной
и уксусной кислот, а также в концентрированных растворах медного
купороса, сернокислого цинка и железистосинеродистого калия. Он нерастворим
в растворах поваренной соли, сернокислого магния, сернокислого аммония,
в кислотах азотной, серной, щавелевой, пикриновой, трихлоруксусной,
фосфорновольфрамовой, хромовой, муравьиной и в формалине (Гёпке, 1930).
2269. Для окраски элеидина "Унна рекомендует пикро-нигрозин.
Методика: а) концентрированный водный раствор пикриновой
кислоты, 5 мин.; б) после промывки вводе 1-процентный водный раствор
нигрозина, Гмин.; в) промывка в воде; спирт; масло; бальзам.
Результат: элеидин черно-синий, роговое вещество яркожелтое.
2270. Мартинотти (1924) окрашивает фиксированные формалином
замороженные срезы гемалауном и для получения чистой ядерной окраски
быстро дифференцирует в калийных квасцах. После промывки докрашивает
в свежеприготовленном 1-процентном водном растворе азофуксина, хромазо-
нового красного, толанового красного или родамина. Затем промывка в воде;
дифференцировка в абсолютном спирте; ксилол; бальзам. Результат:
элеидин красный, ядра синие.
2271. Для окраски кератина Мартинотти рекомендует, между прочим,
следующий метод: а) фиксируют в формалине (см. 2253), режут на
замораживающем микротоме; б) промывают в дестиллированной воде; в) окрашивают
в смеси оранжевый G—метилэозин—водный голубой (см. ниже), 5—10 мин.;
г) споласкивают водой; д) обезвоживают в абсолютном спирте; ксилол;
бальзам. Результат: кератин синий, элеидин золотистожелтый,
переходное вещество красное, кератогиалин фиолетовый.
Приготовление. Приготовляют отдельно следующие три
хорошо сохраняющихся красящих раствора: а—оранжевого G 5 г,
дестиллированной воды 100 см8; б—метилэозина 1 в, дестиллированной воды 80 см8,
95-градусного спирта 10 см8, глицерина 10 см8; в—водного голубого 1 в,
дестиллированной воды 80 см8, 95-градусного спирта 10 см8, глицерина 10 сие8.
Сначала растворяют краситель, нагревая его в указанном количестве воды,
остужают и лишь затем прибавляют смесь спирта с глицерином. Для окраски
смешивают 2 см8 раствора а, 3 см8 раствора б и 4 см8 раствора в. В хорошо
закрытой коричневой склянке может долго сохраняться.
2272. Для четкого выделения кератина рекомендуется также конго
красный. Предварительно окрашивают гемалауном ядра, промывают и 5—10 мин.
окрашивают в концентрированном водном растворе конго красного; затем
хорошо промывают в воде, после чего дифференцируют и обезвоживают
в абсолютном спирте; ксилол; бальзам. Результат: ядра и кератогиалин
синие, кератин тёмнокрасный.
Другие методы окраски см. у Мартинотти (1924).
ноготь «-
2273. Для получения срезов* фиксируют в формалине концевую фалангу
пальца руки или же палец ноги и после обработки спиртом декальцинируют'
азотной кислотой по 1613. После этого лучше всего резать на
замораживающем микротоме. Если желательно материал залить, то следует прежде
всего иметь в виду целлоидин.
2274. Если нужно избежать действия кислоты, то нарезают материал
от эмбрионов или новорожденных.
Очень толстые и твердые ногти можно сделать пригодными для резки,
Поместив их в дйафанол (см. 2300).

Кожа и ее производные 543
2275. Изолируют элементы ногтя в концентрированном растворе
едкого калия, который подогревают до кипения и остужают. Кусочки ногтя,
ставшего мягким, помещают на предметное стекло и изолируют, надавливая
на покровное стекло.
2276. Для окраски применяют методы, приведенные в предыдущем
разделе.
ВОЛОСЫ
2277. Для приготовления срезов маленькие кусочки кожи с волосами,
например свежей кожи головы, фиксируют в формалине, спирт—формалине
и т. п. Проще всего резать затем на замораживающем микротоме, можно и
после желатиновой заливки: последнее особенно желательно в том случае,
если соединительная ткань, заключающая волосяные луковицы, построена
рыхло. При резке блок ориентируют таким образом, чтобы нож сперва
захватывал луковицу, а под конец готовый волос. Кожу с волосами в свежем,
нефиксированном состоянии можно нарезать с помощью ножа глубокого
охлаждения. Заливку производят в целлоидин или же через метилбензоат
в парафин в сроки, указанные в 2254. Часто бывает йелегко ориентировать
плоскость среза так, чтобы получились хорошие препараты с волосами,
перерезанными точно продольно или точно поперечно. При приготовлении
поперечных срезов следует резать не параллельно поверхности кожи, так
как волосы пронизывают кожу в косом направлении.
2278. Для изучения развития волоса Штёр советует фиксировать в
растянутом состоянии (на корковой пластинке) кожу лба 5—6-месячного зародыша;
для изучения смены волос удобны продольные срезы спинки носа
7,5-месячного зародыша.
2279. Осрбенно хорошо выраженные осязательные волосы находятся
на верхней губе лошади, кошки и свиньи.
2280. Для окраски срезов волоса можно использовать методы,
применяемые при исследовании эпидермиса. Кроме того, можно рекомендовать
окраску квасцовым кармином—пикро-индиго-кармином (см. 718).
2281. По Шафферу (1914), поверхностная пленка волоса (эпидермикула)
окрашивается гематоксилином Делафильда после фиксации в сулеме с
поваренной солью и длительного лежания в спирте в резкий синий цвет. Если же
фиксировать в жидкости Мюллера и окрашивать гемалауном, то синим
оказывается внутреннее корневое влагалище.
2282. Капли трихогиалина в клетках слоев Гексли и Генле, в отличие
от кератогиалина, гемалауном не окрашиваются. Для их выявления
рекомендуется следующий метод Унна: а) 1-процентный водный раствор бордо, 30 сек.;
промывка в воде; б) окраска ядер гемалауном, 15 сек.; вода; в) абсолютный
спирт с 3 каплями 3-процентного раствора аммиака, 30 сек.; г) спирт; масло;
бальзам. Результат: трихогиалин виннокрасный, ядра синие.
Как показал мой опыт, трихогиалин особенно красиво выявляется
раствором азофлоксина по 664.
2283. Для одновременного выявления корневого влагалища и
трихогиалина Унна (1928) предлагает следующий метод: а) в 1-процентном водном
растворе нильского голубого, 5 мин.; б) в 1-процентном растворе бордо,
1 мин., вода;в) щелочной спирт; масло; бальзам. Результат:
корневые влагалища синие, трихогиалин виннокрасный.
Другие методьГУнна
2284. Изолированные волосы людей и животных изучают сначала
неизмененными в отношении формы, окраски и возможных; загрязнений. Затем
волосы очищают в мыльной воде и обезжиривают эфиром. После этого

544
Глава XXXIV
рассматривают невооруженным глазом, измеряют толщину
окуляр-микрометром и исследуют под микроскопом в воде или глицерине; при этом отчетливо
рыступает мозговой тяж и характерно распределенный в нем воздух.
Мешающий наблюдению пигмент можно удалить отбелкой в 5—10-процентной
перекиси .водорода. Рекомендуется также просветлять сухой волос, помещая его
на 24 часа в скипидар. При светлых волосах масло можно окрасить
индофенолом. Для наблюдения за двойным лучепреломлением волос переносят
через абсолютный спирт и ксилол в бальзам и исследуют в поляризованном
свете. Рисунок поверхностной пленки волоса (эпидермикула, ложная
кутикула) можно наследовать по микрофотографиям с отпечатков на
желатине. Подробнее об этом см. у Лохте (1938).
2285. Для изоляции поверхностной пленки волоса и коркового слоя,
волос мацерируют в часовом'стекле в горячем 17-процентном растворе едкого
калия. У животных мозговой тяж распадается при этом на отдельные диски.
Такие же результаты можно получить и при осторожном нагревании волос
в концентрированной серной кислоте. Исследуют в воде,
2286. Чтобы удалить воздух, наполняющий полости каждого волоса,
Ф. Вернеке (1916)'помещает, его на предметном стекле в небольшое
количество глицерина, накрывает покровным стеклом и осторожно кипятит над
пламенем спиртовки. Кипячение не должно продолжаться слишком долго,
иначе появляется помутнение; после этого препарат окантовывают.
Подробное изложение техники исследования волос человека и животных
см. у Лохте (1938).
ДЕРМА (СОБСТВЕННО КОЖА И ПОДКОЖНАЯ КЛЕТЧАТКА)
2287. Для выявления поверхностного рельефа дермы свежие куски кожи
обрабатывают от одного до нескольких дней в 10-процентном растворе пова->
ренной соли; после этого эпидермис можно снять без труда.
2288. Для больших обзорных препаратов из смешанных тканей весьма
рекомендуется метод заливки в целлоидин Петерсена (1929), особенно если
на препарате присутствуют, как это имеет место при продольном 'срезе через
палец, плохо режущиеся части, такие как ноготь, декальцинированная кость,
связки, сухожилия, мышечные пучки. Если используется материал,
фиксированный посредством промывания, то в таком случае хорошо сохраняются
также и рыхлые промежуточные слои. Препараты, как при обычной
целлоидиновой заливке, доводят до 8-процентного целлоидина и ориентируют в сосуде
для заливки. Затем целлоидин еще более сгущают, подсыпая сухие
целлоидиновые обрезки, и уплотняют в пара'х хлороформа. После этого наливают
70-градусный спирт. Когда вся масса насквозь затвердеет, вырезают блок
и хранят его в 70-градусном спирте. Перед резкой на замораживающем
микротоме блок 24 часа промывают в проточной воде. Толщина срезов для
обзорных препаратов 40—80 р..
2289. Исследование коллагеновой и эластической соединительной ткани
дермы производят при помощи методов, приведенных в гд. XIX. В зависимости
от поставленной цели, работают при этом на расщепленных препаратах, на
нефиксированных и фиксированных замороженных, целлоидиновых и
парафиновых срезах. Для одновременного выявления коллагена, эластина и эла-
цина по Унна (1928) парафиновые или целлоидиновые срезы из материала,
фиксированного спиртом, окрашивают следующим образом: а) окрашивают
в течение ночи в кислом растворе орсеина (приготовление по 1556); б)
основательно дифференцируют в 2-процентном водном растворе соляной кислоты,
из которой переносят прямо в абсолютный спирт для дальнейшей
дифференцировки; промывают; в) синий полихром (приготовление по 1425), 5 мин.;
г) основательно промывают в воде до прекращения отдачи синих облачков;

Кожа и ее производные
545
д) концентрированный раствор таннина, 30 мин.; е) основательная промывка
в воде; ж) спирт; масло; бальзам. Результат: коллаген коричневатый,
эластин орсеиново-красный, элацин синий.
2290. Одновременная окраска коллагена и элацина по Унна: а) синий
полихром, 5 мин.; б) промывка в воде; в) концентрированный раствор
таннина, к которому прибавлено несколько капель 1-процентного раствора
оранжевого, 5 мин.; г) промывка в воде; абсолютный спирт; масло; бальзам.
Результат: элацин синий, коллаген желтый.
2291. Для обнаружения мембраноподобных образований на
соединительнотканных волокнах и для выявления тончайших волоконец на сальных,
потовых железах и т. д. Герксгеймер (1915) рекомендует следующий метод.
Фиксируют в спирт—формалине. По возможности тонкие срезы окрашивают,
36—48 час. при 37° в растворе Гимза (2—3 капли на 1 см3
дестиллированной воды). Промывают в дестиллированной воде, 1—2 часа.
Дифференцируют в 0,25-процентном растворе таннина, 30 мин. или дольше. Обсушивают;
ксилол; бальзам (между обсушиванием и ксилолом включают еще для
обезвоживания терпинеол). На каждом соединительнотканном волокне,
окрашенном в красный цвет, имеется еще азурово-синий контур, который производит
впечатление мембраны.
2292. Исследование подкожной жировой ткани производят по
методам, изложенным в гл. XVI (1027—1088); они привлекаются также для
выявления секрета сальных желез. Об исследовании кожного пигмента
см. гл. XVI (1109—1153)*
2293." Форму кожных желез (эккриновых и апокриновых потовых желез,.
сальных, молочных желез и других) можно очень хорошо наблюдать на
толстых срезах, прокрашенных кармином и просветленных по Ауреллю
(см. 852 и 909), а также на мацерированных препаратах. Очень часто этим
путем можно избежать трудоемких реконструкций. . См. также Дабелова
(1934 и 1941).
»2294. Для получения мацерированных препаратов (например,
апокриновых потовых желез, называемых также а-железы или подмышечные железы)
Петер (1935) помещает куски кожи с поверхностью около 2 см2 в
концентрированную соляную кислоту (уд. вес 1,124—1,126) и через 5—7 час.
переносит в дестиллированную воду. На следующий день обрезает белый жир,
после чего клубочки желез в подкожной ткани могут быть легко
изолированы.
2295. При исследовании на срезах кожных железистых органов
рекомендуется, прежде всего, применение окраски азаном. Подробности о кожных
железистых органах см, в работе Шаффера (1940).
2296. Для выявления чувствительных и вегетативных нервов кожи
особенно пригоден метод импрегнации Грос—Шультце (см. 1793), с помощью
которого Ион (1940) смог, например в коже человека, очень отчетливо выявить
нервы сосудов и потовых желез. Хорошие результаты дают также методы
Билыповского, метод серебрения с едкой щелочью Шультце (см. 1808) и другие
способы, приведенные в гл. XXIV (1908—1927). Более крупные концевые
аппараты, как тельца Фатер—Пачини, тельца Мейснера и т. д., видны уже на
обычных гемалаун—эозиновых препаратах; однако об их тонкой структуре
и об отношении их к нервным волокнам можно сделать заключение лишь при
применении одного из указанных методов.
Для выявления внутриэпителиальных нервов рекомендуются рыло
теленка или быка или же копыто теленка (Пипер, 1941).
2297. Местонахождение телец Мейснера—соединительнотканные
сосочки в кончиках пальцев, телец Гербста и Грандри—восковидная кожа и
нёбные пластинки клюва утки; первые чрезвычайно многочисленны также
и. в языке дятла; телец Фатер—Пачини—подкожная клетчатка ладоней,
35 в. Ромейс

546.
поджелудочная железа и брыжжейка толстой кишки кошки; в последней они
часто различимы уже простым глазом; осязательные дисков, концевых колб
Краузе—рыло свиньи. См. также Штёр (1928).
КОЖНЫЕ ПОКРОВЫ ЖИВОТНЫХ
- 2298. Для фиксации внешних покровов безпозвоночных животных,
содержащих хитин, лучше всего применять смеси с крепким спиртом и ледяной
уксусной кислотой. Так, например, Шеуринг (1913) фиксирует в смеси из
48 см3 абсолютного спирта, 48 см3 формалина и 4 см3 ледяной уксусной
кислоты. Кроме того, хорошие результаты дает приведенная в 340 жидкость
Жильсона и смесь Карнуа. Смеси всегда приготовляют лишь непосредственно
перед употреблением. По возможности следует использовать только что
вылинявших животных, так как у них легче режется еще незатвердевший хитин.
При твердом хитиновом покрове дополнительная обработка по 2300—
2304. '
При изготовлении тотальных препаратов мелких объектов, покрытых
хитином, например насекомых, рекомендуется перенести их из 80- или
90-градусного спирта в терпинеол; в нем быстро исчезают попадающиеся пузырьки
воздуха. Из терпинеол а (1 раз сменяют) объект можно переложить прямо
в канадский бальзам. Такой способ имеет преимущество и в отношении
препарирования, так как при этом избегают хрупкости и_ ломкости конечностей
ит. п., легко появляющихся при обработке ксилолом.
2299. Заливают возможно более тщательно в целлоидин или через метил-
бензоат—целлоидин и бензол в парафин. При этом следует учитывать, что
хитин лишь медленно пропитывается парафином и неполно пропитанный
хитин режется плохо; не так вредно передержать в парафине лишний день, как
недодержать один час. Я оставляю объекты в горячем парафине часто на
1—3 дня.
- 2300. Размягчение хитина и Других веществ кожного покрова животных,
как кератин, туницин и т. п. (например, в иглах ежа, роговом веществе
копыт, веществе ногтей), производят диафанолом (хло рдиоксиуксу спая кис лота)
который был-введен для этих-целей П. Шультце (1922). См. также 2301.
Применение диафанола. Объект после фиксации доводят
сначала до 96-градусного спирта, а затем обратно до 65-градусного спирта.
Из него объект поступает в диафанол, которым действуют в темноте при
комнатной температуре в банке с притертой пробкой, смазанной жиром.
Соответствующим надрезом объекта обеспечивают выделение пузырьков газа, об-^
разующихся при действии диафанола. В случае обесцвечивания диафанола,
который в активном состоянии имеет адлотисто-желтый цвет, его следует
сменить. После полного размягчения твердых веществ промывают
непосредственно в 65-градусном спирте, а затем через спиртовый ряд, метилбензоат—
целлоидин и бензол переносят в парафин. О приготовлении диафанола
точные указания можно найти у Драна (1926). -
О применении диафанола для отбеливания пигментов и осмиевого зачер-
нения см. 1120.
2301. Лучше и не так разрушительно, как диафанол,-действуют хлорди-
оксиазотная и хлордиоксисерная кислоты; в отличие от хлордиокси-
уксусной кислоты, они не вызывают явлений набухания и полностью
сохраняют тканевые структуры (Дран, 1926). Для приготовления этих жидкостей
смешивают перед употреблением 10 частей водного раствора двуокиси хлора
(см. 2303) с 1 частью аптечной 25-процентной азотной кислоты-(уд. вес
1,145—1,148; примерно 18,5° Боме)илис 1 частью концентрированной
серной кислоты (уд. вес 1,84). Моллер (1933) отдает предпочтение хлордиокси-
азотной-Кислоте.

Кожа й. ее производные
Применение хлордиоксиазотной кислоты.
Фиксированные в формалине препараты после обработки спиртом (как в 2300)
помещают в смесь двуокиси х:лора с азотной кислотой; объект оставляю^
в этой смеси до достаточного размягчения, при .котором-его можно легко прот
колоть иглой (процесс может длиться подчас неделями). Жидкость по мере
обесцвечивания нужно обновлять, так как продукты ее разложения вредны
для тканей. После этого переносят на 12—24 часа в сменяемую несколько
раз смесь из равных частей 2,5-процентного водного раствора серноватисто-
кислого натрия и 5-процентного водного раствора азотнокислого натрия.
Затем промывают в проточной воде; спиртовый ряд и т. д.
2302. Нежные объекты, у которых равмягчение твердьгх веществ прнр?
водит к смещениям и деформациям, сначала заливают в целлоидин, а раз*
мягчение производят уже в целлоидиновом блоке (Моллер). В частности,
поступают таким образом: а) фиксируют; б) заливают в целлоидин; уплотняют
с одинаковым успехом в парах хлороформа или в спирте; в) ряд спиртов
до 60-градусного. При этом следует удалить со всех сторон как можно больше
целлоидина, чтобы объект был окружен лишь тонким слоем в 1 мм\
г) блок помещают в хлордиоксиазотную кислоту до наступления достаточного
размягчения; д) нейтрализуют 24 часа в смеси 2,5-процентного раствора .
серноватистокислого натрия и 5-процентного раствора азотнокислого
натрия (1 : 1). При помутнении раствор возобновляют; е) промывают 24 часа
в проточной воде; ж) спиртовый ряд, вплоть до 96-градусного; з) помещают
в масляную смесь Апати (см. 460) до тех пор, пока погруженные блоки
не станут вполне прозрачными (3—4 дня). При помутнении их переносят
обратно в 96-градусный спирт; и) бензол, 2—6 час; к) бензол—парафин,
парафин. С помощью этого метода Моллер мог приготовлять без
пропусков серии срезов толщиной 3—6 jx из сильно ороговевших языков
птиц.
2303. Для приготовления раствора двуокси хлора Моллер рекомендует
следующий, отличающийся своей простотой, способ. Из стеклянной посуды
требуются лишь анатомическая банка на 1 л и стакан на 100 см3. В первую
помещают 220 см3 дестиллированной воды. В стакан наливают 12 см3
дестиллированной воды и постепенно прибавляют, помешивая, 44 см3
концентрированной серной кислоты. Лишь после того как раствор совершенно
остынет, к нему добавляют 12 а хлорноватокислого калия (КСЮ3; не растирать
и не толочь, взрывчат!). После этого стакан помещают открытым в большой
сосуд, который хорошо закрывают (крышку смазать вазелином!). Ввиду опа^
сности взрыва вся установка должна быть защищена от солнечного света.
Для защиты от света лучше всего накрыть анатомическую банку картоном.
За 24—36 час развивающаяся в стакане двуокись хлора оказывает
достаточное воздействие на окружающую воду. Стакан убирают и золотисто-
желтый раствор хлордиоксида переливают из анатомической банки в
коричневую склянку с притертой-пробкой, смазанной вазелином. В прохладном
и темном месте он может сохраняться длительное время. Так как пары
ядовиты, то всю процедуру следует проводить при хорошей тяге или в
неиспользуемом помещении.
Еще проще способ Тотзе. В эрленмейеровской колбе осторожно смешивают
150 а щавелевой кислоты в порошке с 40 г хлорноватокислого калия (не
растирать и не встряхивать, взрывчат!), прибавляют 30 см3
дестиллированной воды и нагревают на водяной бане до 60°. Образующуюся газообразную
двуокись хлора отводят в приемник, содержащий 500 см3 дестиллированной
воды (для диафанола 50 см3 50-процентной уксусной кислоты), который
охлаждают льдом. Получается интенсивно окрашенный золотисто-желтый раствор
двуокиси' хлора, который сразу же переливают для хранения в темную
склянку с притертой пробкой, смазанной жиром. Далее, как в 2301.
35* .

548
Глава XXXIV
2304. При исследовании кожных покровов позвоночных животных
применяют в общем такие же методы, как при изучении кожи человека. Однако
в отдельных случаях такие твердые образования, как, например, кожные кости
ит. п., вынуждают подготовлять препараты к резке путем помещения их
после фиксации и обработки спиртом в азотную кислоту. Так. кожа костистых
8ыб и ряда рептилий требует декальцинации в азотной кислоте по 1613.
[ри очень твердых панцырях возникает также необходимость приготовления
шлифов. Слой гуанофоров, часто прилегающий к костным пластинкам кожи
рептилий, в случае надобности можно растворить, поместив в едкий калий.
Подробные указания об исследовании кожи амфибий имеются у В. Шмидта
(1910—1914). При сильно развитом роговом веществе действуют по
2301—2303.

Глава XXXV
ГЛАЗ
ИССЛЕДОВАНИЕ ЖИВОГО ГЛАЗА
2305. Методика исследования глаза значительно улучшилась, благодаря
применению роговичного микроскопа в соединении с щелевой лампой Гуль-
странда. Однако изложение техники микроскопирования со щелевой лампой
выходит за рамки настоящей книги; подробное рассмотрение этого вопроса
можно найти у А. Фогта (1921) и Л. Кёппе (1921).
2306. Для микроскопических наблюдений глаз мелких животных (осот
бенно насекомых), по предложению Г, Гомана (1924), можно с успехом приме?
нить вертикальный осветитель (см. 63). Для этого животных наркотизируют
эфиром; чтобы устранить мешающие отражения света, поверхность глаза
смачивают анилином и накрывают косолежащим покровным стеклом.
Гоман получал наилучшие картины, используя объектив 2 (Винкель) в сочег
тании с сильным окуляром (увеличение до 200 раз.) Методика исследование
может быть, вероятно, значительно улучшена при помощи ультраопак^
Лейтца (см. 64).
2307. Для прижизненной окраски различных тканевых структур Кню-
зель и Фонвиллер (1923) дают следующие указания. Нейтральный красный
при введении в мешок конъюнктивы прижизненно окрашивает в клетках рот
говицы зернышки, расположенные вокруг ядра; яркий крезиловый синт?
проникает в эпителий, но не дает в нем длительной окраски. Зато он
окрашивает все клетки соединительной ткани и лимфатические сосуды. Метиленовьщ
синий окрашивает отлущивающиеся эпителиальные клетки и нервы с их
концевыми аппаратами (Фонвиллер, 1923). Кнюзель указывает, что лучше всегр
окрашивает 0,1—1-процентный водный раствор метиленового синего
(Methylenblau medicinalis purissimus) 1—2-годичной давности. Свежие растворы
непригодны, так как они вызывают сильное раздражение. Вводят 1 каплю
1-процентного растворами оставляют глаз закрытым на 15—20 мин. под
защищающей повязкой или же вводят через короткие промежутки 0,1-процент*-
ный раствор. Рассматривают с помощью роговичного микроскопа, освещая
щелевой лампой Гульстранда.
ИССЛЕДОВАНИЕ ФИКСШЮВАННОГО^ГЛАЗА
Обзорный препарат
2308. Фиксация целого глазного яблока удается лучше всего при
инъекции фиксирующей жидкости в кровяное русло. Для этой цели сцерва из
сосудов вымывают кровь раствором Рингера и т. п. через общую сонную
артерию, вслед за тем вливают фиксирующую, щидкость (см. 212). При этом
применяют обычные* фиксирующие смеси Буэна, Гейденгайна(«суза»), Штиве,,
Гёдли, Карнуа и т. п. При удачной инъекции за ходом фиксации удобно
следить по роговице. Под конец еще помещают на некоторое время в фиксатор
целиком голову. После завершения фиксации глазное яблоко тщательно
отпрепаровывают, экстирпируют и далее обрабатывают.

550
Глава XXXV
2309. Если фиксация путем инъекции невозможна; то у более крупных
животных энуклеируют глазное яблоко, тщательно избегая уколов и
надавливания, освобождают от мышц и соединительной ткани и помещают его на
толстый слой,ваты в одну из названвых выше фиксирующих жидкостей.
Излюбленное подвешивание за оптический нерв производить не следует,
так как при этом легко наступают различные изменения. У мелких
животных лучше фиксировать голову целиком и извлекать глаз лишь после
фиксации. .
Если глазное яблоко в дальнейшем нужно порезать в строго
определенном направлении, то после его извлечения следует нанести
ориентирующую отметку; для этого проще всего продеть изогнутой иглой на
дорзальном полюсе ординарную нить, а на латеральном полюсе двойную
и завязать.
2310. Бюкклерс фиксирует глазное яблоко 24 часа в «суза» (см. 344).
Если- нет необходимости сохранять стекловидное тело, то рекомендуется,
кроме того, осторожно впрыснуть в глазное яблоко фиксатор в таком,
количестве, чтобы его стенки туго надулись. Игла должна быть тонкой и острой;
ее нужно вводить буравящим движением косо в какое-нибудь место склеры,
йе^имеющее значения. Если впрыснуть фиксатор нельзя, то вскрывают
переднюю камеру глаза, срезая большой сегмент при помощи очень острой
бритвы.
2311. Вергёф (1926) для фиксации целого глазного яблока рекомендует
(следующую смесь: формалина 10 сие8, 95-градусного спирта 48 см3,
пикриновой кислоты 1 з, врды 36 см3. Глаз оставляют в жидкости на 48 час. или
дольше, а затем, минуя воду, переносят прямо в 70-градусный спирт. Заливка
ö целлоидин. При этом методе форма яблока сохраняется очень хорошо, без
отслаивания сетчатки.
2312. В прежнее время излюбленным фиксатором для глазного яблока
была жидкость Мюллера; в настоящее время ее применяют лишь для
особых целей, так как она проникает очень медленно (например, для глаза чело^
века требуется 3 недели) и многие части фиксирует.плохо. Лучший результат
Дает жидкость с прибавлением 5—10% формалина (жидкость Орта), которая
проникает в глаз человека за 4—5 дней.
2313. Различные способы последующей обработки, сообразующиеся с тем
или иным методом фиксации, изложены при описании соответствующих
методов. Если желательно избежать отслаивания отдельных слоев, то
обработку следует проводить особенно тщательно и постепенно.
2314. Если срезы должны пройти через весь глаз, то его лучше залить
ь- целлоидин. Перед помещением в раствор целлоидина нуяшо вскрыть
яблоко, срезав в 2—3 местах небольшие сегменты. В известных случаях
рекомендуется заливка в желатину по 469 (Грефф, 1918). При этом
также нужно вскрыть яблоко, иначе желатина не сможет в него
проникнуть. Заливку в парафин проводят по 392 (точка плавления парафина лучше
всего 55—56°).
2315. Окраску обзорных препаратов производят обычными методами,
оставляющими целлоидин более или менее неокрашенным, например
гемалаун—эозином, по Ван-Гизону—Ганзену, квасцовым кармином, с подкраской
световым зеленым, лионским синим или пикриновым сине-черным.
Стекловидное тело
2316. Для исследования стекловидного тела в свежем состоянии Студг
^чка (1933) [извлекает ножницами кусочек шириной не больше 5 мм и
помещаете>го на* несколько минут в тонкую растворенную китайскую тушь*
разбавленную в 3—10 раз. Затем быстро споласкивает водой и накрывает

Глав
551
покровным стеклом (можно, во избежание надавливания, использовать
покровное стекло с ножками). В удачных местах препарата выступает структура,
окрашенная в серый цвет.. . -
По Студничке, стекловидное тело в принципе является бесклеточной
тканью, которая представляет собой сохраняющуюся первичную мезо-
строму.
2317. Для фиксации стекловидного тела особенно пригодна следующая
жидкость, предложенная Сент-Джиордьи (1914): 100 см3 4-процентного
водного раствора сулемы, 125 см3 ацетона, 5 см3 ледяной уксусной кислоты,
40 см3 формалина; она применима и для обзорных препаратов. Смешение
компонентов- следует производить лишь перед самым употреблением.
Мелкие глаза оставляют в смеси на 2—3 дня, более крупные—на
6—7 дней; после этого на каждые 100 см3 прибавляют еще по 50 см3
ацетона и оставляют объект в растворе еще на 1—2 или соответственно на
3—4 дня.
После фиксации объект подвешивают в чистом концентрированном
ацетоне наЗ—4 дня; ацетон на 2-й день сменяют и для обезвоживания кладут
на дно сосуда безводный хлористый кальций.. После этого спирт—эфир и
целлоидин (2-, 4- и 6-процентный, по 3 дня в каждом). Перед переносом в
целлоидин острой бритвой срезают один или два боковых сегмента глаза.
Крупные глаза (например, человека), во избежание сжатия, пропитывают лишь
1-, 2- и 3-процентным раствором. После достаточного пропитывания
бумажную коробочку, служащую для заливки и наполненную целлоидином,
ставят для уплотнения прямо в хлороформ, который наливают почти до
ее краев.
Для изучения стекловидного тела лучше всего использовать срезы
толщиной 150—200 р.. Если нужно заливать, в 3-процентный целлоидин, то
консистенция стекловидного тела оказывается еще недостаточно твердой.
Поэтому застывший блок извлекают из коробочки, снимают слой
целлоидина, окружающий глаз, срезают бритвой роговицу и через надрез ириса
тщательно удаляют хрусталик. Затем промывают в спирт—эфире, помещают
в 8-процентный целлоидин и в нем заливают (уплотняют парами хлороформа).
В такой плотной среде глаз режется хорошо.
Можно также пропитанный в 3-процентном целлоидине блок без
перезаливки нарезать на замораживающем микротоме (по методу Петерсена).
2318. По Сент-Джиордьи, для окраски волокон стекловидного тела
особенно пригоден молибденовый гематоксилин Гельда (см. 1875), который
не подкрашивает целлоидина. Раствор, не менее двухнедельной давности,
разбавляют 10-кратным количеством дестиллированной воды; окрашивают
24 часа и промывают несколько часоэ в дестиллированной воде; спирт;
ксилол; бальзам. Окраска лионским еиним (см. 719) также дает хороший
результат, другие же анилиновые красители сильно подкрашивают целлоидин.
Менее интенсивно окрашивается фотоксилин, в который заливают таким же
способом, как и в целлоидин.
2319. По Сент-Джиордьи, очень хорошие результаты дает также
серебрение фибрилл по методу Ленгоссека. Свежий глаз помещают в смесь из 20 см3
формалина, 80 см3 дестиллированной воды, 1,5 а азотнокислого серебра
(ежедневно сменять). Маленькие глаза (змеи, ящерицы) обрабатывают
7 дней, более крупные (лягушки, морской свинки) — 9 дней. Затем
восстанавливают в смеси: пирогаллола 1,5 а, формалина 0,5 см3, дестиллированнсш
.воды 100 см3 (24 часа, много жидкости, несколько раз обновлять); после
основательной промывки в воде (24—48 час.) быстро заливают в целлоидин шщ,
лучше, в желатину. Для заливки в желатину Сент-Джиордьи дает
собственный метод. Однако мне кажется,' что более удобен способ, приведенный
в 471* Для крупных глаз метод серебрения непригоден.

552
Глава XXXV
Роговица
2320. Роговица мелких животных может быть вырезана в свежем виде
и исследована в индифферентной жидкости или в камерной влаге, которую
добывают из передней камеры глаза, прокалывая ее оттянутой капиллярной
трубкой.
2321. Передний эпителий роговицы: фиксируется лучше всего, если
в фиксирующую жидкость помещают целое глазное яблоко (например, «суза»,
Буэна, Гёлли). Лишь после фиксации и промывки роговицу вырезают из
яблока острой бритвой. Для мацерацйонных препаратов применяют спирт
в треть (см. 1210) или сильно разбавленную осмиевую кислоту (см. 1273).
2322. Задний (десцеметов) эпителий роговицы можно выявить
посредством серебрения и последующей окраски ядер кармином.
2323. Ддя изоляции десцеметова эпителия у только что убитого
животного обрезают по краю роговицу, извлекают ее, выгибают и погружают
на 5—10 мин. в сулему с уксусной кислотой или в жидкость Флемминга.
После этого зафиксированный эпителий можно легко отделить кисточкой
более или менее крупными кусками. Далее обработка спиртом. Окраска
железным гематоксилином. В цитоплазме эпителиальных клеток часто видны
сетчатые аппараты, формии (Балловитц, 1900), соответствующие
внутриклеточному аппарату Гольджи. Особенно хорошим объектом является кошка.
2324. Основное вещество роговицы можно разложить на пластинки и
фибриллы после мацерации в известковой воде, перманганате калия и т. п.
(Роллетт, 1872). В воде волокна основного вещества роговицы набухают.
2325. Для окраски пластинок роговицы используют обычные для
коллагеновой соединительной ткани методы. Эластические волокна выявляют орсе-
ином или резорцин—фуксином.
2326. Выявление оседлых клеток роговицы (роговичных телец) можно
производить, давая им набухать на свежих препаратах, а также при помощи
импрегнации металлами и окраски.
2327. В первом случае свежевзятую роговицу лягушки помещают на
предметное стекло с лункой в капле камерной влаги (десцеметовым эпителием
к покровному стеклу), накрывают покровным стеклом и окантовывают.
Через некоторое время волокна роговицы набухают; при этом в них изменяется
показатель преломления света и клетки роговицы становятся хорошо
видимыми вместе со своими отростками. х
2328. Для серебрения роговичных телец у наркотизированного животного
(лягушка) снимают передний эпителий и роговицу прижигают ляписным
карандашом. Затем роговицу вырезают и переносят в воду; сразу после этого
на темном фоне появляются светлые роговичные тельца вместе с отростками
(негативное серебрение; Ранвье, 1881).
2329. Если препарат оставить лежать на несколько дней в воде, то
основное вещество обесцветится, тогда как тельца сделаются темными (позитивное
серебрение; Ранвье, 1881). ^
2330. У более крупных животных роговицу можно обработать таким же
образом (при наркозе!). Но из-за толщины роговицы после прижигания
и умерщвления животного изготовляют бритвой плоскостные срезы.
2331. Для. зол.очения клеток роговицы, при котором часто выявляются
и нервы, роговицу лягушки помещают на 5 мин. в лимонный сок (см. 1906),
а затем переносят на 15 мин. в 1-процентный раствор калиевого хлорного
золота. После этого 1—2 дня восстанавливают на солнечном свету в
подкислённой воде (2 капли ледяной уксусной кислоты на 30 см3 дестиллированной
воды); см. Ранвье (1889).
2332. Роговицу крупных млекопитающих (например, кошки) золотят по
Лёвиту (см. 1905), Переносят после промывши в 70-градусный спирт и через

Глав
553
несколько минут, захватив двумя пинцетами за края, расщепляют на
возможно более тонкие пластинки, которые через ряд спиртов и ксилол
переносят в канадский бальзам.
2333. Выявление роговичных телец с помощью турнбуллевои сини
(Лебер). Глазное яблоко (или голову) лягушки кладут в 1-процентный раствор
сернокислого железа; через 15 мин. быстро окунают в дестиллированную
,воду, соскабливают роговичный эпителий и переносят в 15-процентный
раствор железосинеродистого калия. Через несколько минут появляются
белые роговичные тельца на синем фоне. Помещают в глицерин—желатину.
2334. Для выявления роговичных телец путем окраски, Р. Краузе
фиксирует голову лягушки целиком в жидкости Буэна, вырезает роговицу
бритвой, промывает несколько часов, затем протравляет как обычный срез, и
окрашивает железным гематоксилином. На следующий день дифференцирует до
тех пор, пока препарат не начнет делаться прозрачным, промывает,
обезвоживает и переносит в ксилол. После этого, прежде всего, сдирает передний
эпителий, затем расчленяет основное вещество на пластинки и заключает их.
Результат: роговичные тельца вместе с их отростками серые или
черные на светлом фоне.
2335. Нервы роговицы лучше всего обнаруживаются при обработке по
Билыповскому (см. 1912; Буке, 1925) или по Грос—Шультце (см. 1793;
Рейзер, 1935). С помощью щелевой лампы и роговичного микроскопа они видны
и на живом глазу (Фогт, 1930). Нервы роговицы хорошо видны и при
прижизненной окраске метиленовым синим (Кнюзель, 1923).
Белковая оболочка (склера)
2336. Склеру обрабатывают методами, применяющимися для
соединительной ткани. У животных с отложениями кости в склере, как, например,
у птиц, нужна декальцинация.
Радужная оболочка (ирис)
2337. Чтобы зафиксировать радужную оболочку в состоянии обычного
прижизненного сокращения, Гирфорд рекомендует инъицировать в
переднюю камеру формалин.
2338. В пигментированных глазах перед проведением тонких
исследований пигмент следует удалить. Для этой цели применяют метод Копша и
приведенный в 1119. Для обесцвечивания подчас довольно устойчивого пигмента
можно также использовать хлор в момент выделения (см. 1118) или диафанол
(см. 1120). Отбеливание по Люстгартен—Палю (см. 983) дает худшие
результаты и нередко приходится несколько раз повторять его, а это повреждает
структуру препарата.
2339. Удобнее всего вести исследование на глазах альбиносов (например,
белых мышей или белых кроликов). Целесообразно также исследовать
радужную оболочку на хорошо ориентированных плоскостных срезах. Для
элективного выделения мышечных пучков весьма пригоден метод Нейберта с
кислотным ализариновым синим и фосфорновольфрамовой кислотой (см. 1730).
Ресничное тело и сосудистая оболочка
2340. Для исследования ресничного тела и сосудистой оболочки также
с успехом использую* глаза альбиноров. Строение сосудистой оболочки
сохраняется лучше всего при фиксации путем инъекции (см. 212 и 2308). Пигмент
удаляют, как в 2338.

554
Глава ХХ%У
2341. Кровеносные сосуды сосудистой оболочки можно выявить цри
инъекции желатины или туши (см. 1968), а также посредством наполнения
воздухом (см. 1991). Превосходные картины см. у.Пассера (1896, 1897).
2342. Волокна цинновой связки (фиксация: «суза»или сулема—формалин—
ледяная уксусная кислота; заливка: целлоидин—парафин) очень. хорошо
окрашиваются орсеином или резорцин—фуксином, молибденовым
гематоксилином по Гельду (см. 1875) или методом окраски нейроглии Вейгерта (см. 1845)ф
Хрусталик
2343. Для фиксации хрусталика особенно рекомендуется предложенная
для этого Раблем (1894, 1900) смесь хлористой платины с сулемой (см. 318).
Смешивают лишь перед употреблением. Продолжительность фиксации
24 часа; через 12 час. взбалтывают. Фиксация в «суза» (344) также дает
хорошие результаты. ^
2344. Хрусталик взрослых животных режется лучше всего после заливки
в целлоидин; при заливке в парафин (точка ллавления 50—52°) пользуются
методом Петерфи (см. 392). Если срезы очень сильно трескаются', то
поверхность блока смазывают после каждого среза при помощи мягкой кисточки
горячим парафином. Рекомендуется также поверхность среза на блоке
покрывать на 1—2 мин. дестиллированной водой, после чего можно снять
2—3 тонких среза. У хрусталиков старых животных часто бывает
необходимо высверлить так называемое ядро хрусталика (Рабль.) Из плохо
режущихся хрусталиков нередко удается еще сделать хорошие срезы при
помощи замораживающего микротома.
2345. Для срезов хрусталика наряду с другими употребительными
методами особенно рекомендуется окраска азаном, дающим очень красивые,
ясные картины.
2346. Для изоляции волокон хрусталика Леви (1904) применяет 1—2-прр-
центный раствор фтористого натрия. Изоляция удается очень хорошо и
спиртом в треть по Ранвье. Для изоляции взятый в свежем состоянии хрусталик
помещают в 50 см3 спирта в треть; через 2 часа вскрывают проколом сумку
хрусталика, снимают ее и оставляют хрусталик в спирте в треть еще на
24 часа. Затем расщепляют на предметном стекле в глицерине, немного
подкрашивают кармином и заключают в глицерин—желатину.
Различные формы волокон хрусталика лучше всего изучать на рыбах
и млекопитающих.
Сетчатка (ретина)
2347. Чтобы изготовить обзорные препараты сетчатки, а также препараты
для изучения ее тонкого строения, рекомендуется (особенно у крупных
животных) фиксировать в первую очередь посредством инъекции в кровяное русло.
При обычной тотальной фиксации щазного яблока сохранность сетчатки
~в большинстве случаев оказывается неудовлетворительной, так как плотная
склера препятствует проникновению фиксирующей жидкости. Если можно
удовлетвориться небольшими кусочками сетчатки, то свежее глазное яблоко .
разрезают пополам по экватору, удаляют стекловидное тело и помещают
.в соответствующую фиксирующую^жидкость.
2348. В качестве фиксирующих жидкостей, в зависимости от
поставленной задачи, используют формалин, смеси с трихлоруксусной кислотой или
сулемой, жидкость Буана, осмиевые емеси и т. ц. Кольмер (1909) рекомендует
свежеприготовленную смесь из 40 см3 насыщенного водного раствора
бихромата калия, .40 см3 ^процентного формалина, 10 ем3 ледяной уксуедой
кислоты. Для млекопитающих можно еще прибавить по Ii) es3 50-продецтного

Глав
555
раствора трйхлоруксусной кислоты и насыщенного водного раствора уранил-
ацетата. Через 12—24 часа жидкость смеояют и на такой же срок помещают
з раствор того же состава, но без трйхлоруксусной кислоты и уранилацетата.
Затем промывают в проточной воде; спиртовый ряд; заливка в целлоидин
или парафин.
2349. При изучении сетчатки никогда не следует ограничиваться только
поперечными срезами, необходимо также изготовлять и хорошо
ориентированные плоскостные срезы. В. Краузе справедливо замечает, что без
исследования плоскостных срезов едва ли можно получить правильное представление,
например, о строении промежуточного зернистого слоя.
2350. Очень хорошую картину расположения и строения слоя палочек
и колбочек дает окраска срезов азаном (фиксация в «суза»). Рекомендуется
также фиксация по Кольмеру (см. 2348) с последующей окраской железным
гематоксилином; при этом хорошо выявляются секреторные зернышки.
2351. Для наблюдения за влиянием света на распределение пигментных
'зернышек в пигментном эпителид фиксируют для сравнения глаза животных,
выдерживавшихся при ярком дневном свете, и глаза животных,
содержавшихся несколько часов в темноте. В первом случае между палочками; и
колбочками находят многочисленные пигментные зернышки, во втором случае
пигмент стягивается в тонкий слой. Для подобных исследований весьма
удобен глаз лягушки. Под влиянием света меняется также длина внутреннего
членика колбочек; в освещенном глазу они становятся короче (Энгель-
ман, 1885).
2352: Для выявления зрительного пурпура лягушку выдерживают 2 часа
в темноте (максимум образования пурпура по Кюне); затем ее декапитируют
при красном свете и, оставляя глаза на месте, срезают переднюю половину
глазного яблока вместе с хрусталиком. Часть головы, заключающую заднюю
половину глазного яблока, помещают в 2,5-процентный раствор хлористой
платины. Через 12—24 часа глазные яблоки отпрепаровывают и через ряд
спиртов и бензол проводят в парафин. На срезах толщиной 10—20 р.
наружные членики палочек оказываются интенсивно оранжевыми. Этот метод
удается также на кроликах и кошках (Штерн).
2353. Масляные шарики обнаруживаются лучше всего на свежей сетчатке
птиц (например, голубя). Сетчатку кладут внутренней стороной на
предметное стекло и наблюдают ее сверху после удаления сосудистой оболочки
и пигментного эпителия. Азотная кислота консервирует шарики, сохраняя
их природную окраску; в спирте пигмент растворяется. Для приготовления
постоянных препаратов замороженные срезы из материала, фиксированного
формалином, помещают в желатиновый бальзам (см. 475).
2354. Для выявления нервных и глиальных элементов сетчатки
используют в принципе те же методы, что и при изучении центральной нервной
системы; однако в ряд методов вносят небольшие изменения. Так, например,
Кахаль (1894 а) рекомендует применять метод Гольджи (см. 1764—1765)
следующим образом: а) после удаления стекловидного тела заднюю половину
глазного яблока помещают в смесь из 3-процентного бихромата калия 20 см3
и 1-процентной осмиевой кислоты 5—6 см3. Продолжительность обработки
1—2 дня; б) осторожно обсушивают фильтровальной бумагой и переносят
на 24 часа в 0,75-процентный раствор азотнокислого серебра; в) без промывки
перекладывают на 24—36 час. в смесь из 3-процентного бихромата калия
20 см3 и 1-процентной осмиевой кислоты 2—3 см3\ г) помещают по меньшей
мере на 24 часа в 0,75-процентный.раствор азотнокислого серебра.
Дальнейшая обработка по 1764.
Бели обрабатывают кусочки, отделившиеся от сетчатки, то, во избежание
образования на поверхности осадков, кусочки свертывают перед
импрегнацией в трубочки, а чтобы предохранить от развертывания, быстро окунают

556
Глава XXXV
в жидкий раствор целлоидина. Целлоидиновому слою дают застыть на
воздухе в течение нескольких секунд; см. также 1767.
2355. Нейрофибриллы сетчатки часто импрегнируют серебром по
методам Кахаля (1904). У яма (1926) применяет один из них следующим образом;
а) у сильно хлороформированного животного энуклеируют глазное яблоко;
б) как можно быстрее, но очень тщательно, отслаивают сетчатку, которую
сразу же помещают на 3—5 дней в 2—5-процентный раствор азотнокислого
серебра, нагретый предварительно до 37°; в) затем проводят в течение 12—
36 час. восстановление серебра в смеси пирогалловой кислоты 0,7 а,
формалина 5 см3 и воды 50 см3\ г) после это to обычным путем заливают в парафин,
У различных видов животных выявление отдельных клеточных типов
удается неодинаково; типы, легко обнаруживающиеся у одних видов
животных, у других выявляются лишь с трудом или вовсе не выявляются.
Горизонтальные клетки очень легко выявляются у кроликов, морских свинок, кошек,
собак; биполярные клетки (ганглий сетчатки)—у морских свинок; амакрино-
вые и горизонтальные амакриновые клетки—у кур и кроликов; ганглиозные
клетки оптического ганглия—у кроликов, кошек, морских свинок, собак,
кур, лягушек; амакриновые клетки в слое ганглиозных клеток у кроликов.
2356. Нервные элементы сетчатки выявляются очень красиво и при
прижизненной окраске метиленовым синим. Для этого, по Догелю, окрашивают
следующим образом. «Только что энуклеированный глаэ млекопитающего
разрезают, осторожно снимают лоскуты сетчатки с пигментным слоем и с остат^
ками стекловидного тела выкладывают их на широкие предметные стекла,
наружной поверхностью кверху; поверхность сетчатки или предметное
стекло по краям препарата смачивают несколькими каплями раствора
метиленового синего концентрации-*/в—1/в%* Через 5 мин. каждый кусочек
переносят на чистое предметное стекло, но на этот раз слоем нервных волокон
кверху; стекловидное тело частично удаляют ножницами и увлажняют объект
или предметное стекло по краям препарата 2—3 каплями раствора
метиленового синего. Затем предметные стекла помещают в хорошо закрывающуюся
плоскую чашку и ставят в термостат. Время от времени окраску
контролируют под микроскопом; через 30—40 мин. окраска обычно достигает
максимума; после этого препарат или фиксируют прямо на предметном стекле,
или же снимают с него и переносят в фиксирующую жидкость. У мелких
теплокровных лучше извлечь всю сетчатку сразу; то же и у мелких
холоднокровных (лягушка); у последних, однако, окраску производят при
комнатной температуре».
2357. Для исследования зрительных нервов пользуются методами,
применяющимися для нервной системы, которые приведены в гл. XXIV.
2358. Для обзорных картин глазничных желез (слезные железы, железы
Гардера) особенно рекомендуется фиксация в «суза» и окраска азаном.
Специальные труды по исследованию глаза: Грееф (1898), Зелигман
(1899), Герцог (1926). Дальнейшие указания у Кольмера и Лаубера (1936).

Глава XXXVI
ОРГАН СЛУХА
2359. При обработке звуковоспринимающих органов начинающих обычно
Затрудняет правильная ориентация пирамиды височной кости,,
содержащей орган слуха. Ориентация легче всего удается у грызунов, так как у них
улитка образует резко обозначенный выступ у крыши барабанной полости.
2360. По примеру Кольмера (1909), для срезов через лабиринт лучше
всего ориентировать объект так, чтобы улитка "захватывалась параллельно
колонке (Modiolus). Когда собраны все средние срезы, содержащие ось
колонки, объект перезаливают и режут, начиная с верхушки,
перпендикулярно колонке, при этом кортиев орган ориентируют так, чтобы нож
проходил по возможности параллельно его поверхности.
2361. Чтобы на материале более крупных животных, по возможности,
уменьшить площадь среза за счет удаления несущественных частей височной
кости, лучше применить следующий метод, предложенный Пансе. Височную
кость крепко зажимают в тиски между сигмовидной бороздой и сосцевидным
отростком и сперва отпиливают чептую по плоскости, параллельной крыше
барабанной полости. Второй распил проводят через середину внутреннего
уха перпендикулярно ребру височной кости после того, как твердая мозговая
оболочка и нервы внутреннего уха будут отодвинуты назад. Третий распил
идет параллельно второму позади эндолимфатической борозды.
После этого мбжду браншами тисков прочно зажимают обе твердые
плоскости распила препарата и костными ножницами откусывают передне^
нижнюю стенку наружного слухового прохода почти до барабанной перепонки.
После этого четвертым распилом, параллельно барабанной перепонке,
отделяют верхнюю стенку наружного слухового прохода и основания чешуи.
' Для уменьшения препарата можно провести пятый разрез параллельно
крыше барабанной полости под барабанной перепонкой, под дном барабанной
йолости и луковицы внутренней яремной вены. Наконец, несколькими
ударами долота вскрывают верхний полукружный канал, а для вскрытия улитки
йа переднем верхнем крае препарата у внутреннего слухового прохода
высекают треугольник.
2362. Для тонкого гистологического изучения фиксацию органа слуха
следует производить посредством промывки, по возможности, в свежем живом
состоянии и при температуре тела. Вернер (1936) применяет для этой цели
следующую * смесь, приготовляемую непосредственно перед употреблением:
85 частей 5-процентного основного раствора бихромата калия смешивают
с 10 частями формалина и 5 частями ледяной уксусной кислоты и разбавляют
100 частями дестиллированной воды. Продолжительность действия: 1 день
в термостате (37°), 2 дня при комнатной температуре. Затем помещают в
4-процентный раствор сернокислого лития и промывают в проточной воде, по
24 часа. Спиртовый ряд; заливка в целлоидин. Декальцинйруют в азотной
кислоте, во избежание повреждающего действия, лишь после заливки
блока.

558
Глава XXXVI
Часто применяемая бихроматная смесь Кольмера (см. 241) й сходные
с ней смеси Вернера (1936) слишком кислы и излишне сильно
концентрированы.
2363. На качество микроскопической картины тканей лабиринта
значительное влияние оказывает температура, при которой проводилась фиксация
(см. также 204), а также и ее продолжительность (см. 210). Важные и очень
ценные исследования Вернера (1926—1937) показали, что микроскопическая
картина среза внутреннего уха, в особенности высота эпителия (Macula,
сосудистой полоски, внутренней борозды) объем Cupula, покровной
перепонки, объем и свойства отолитов, зависят от следующих варьирующих
факторов гистологической обработки: вид фиксации (промывка или погружение в
фиксатор), измельчение и вскрытие препарата, скорость диффузии
фиксирующих веществ, промежуток времени между умерщвлением и фиксацией,
температура фиксирующего раствора, общая концентрация (снижениеточки
замерзания) фиксирующего раствора, фиксирующая сила, осмотическое давление*
возможно также и атональное раздражение. Кроме того, влияют активная
кислотность (концентрация ионов Н), титруемая кислотность, относительное
количество отдельных веществ, длительность фиксации в момент
декальцинации (до иДи после заливки).
2364. На тканях человека часто невозможно выполнить эти условия (в
частности, фиксацию промыванием и помещение в фиксатор немедленно после
смерти). Для трго чтобы получить сносную сохранность клеток среднего
и внутреннего уха, можно сразу после смерти ввести через полость носа
и евстахиеву трубу тонкий катетер и впрыснуть в барабанную полость
0,5-цроцентную осмиевую кислоту (или формалин 1: 4). Катетер должен быть
настолько тонок, чтобы вдоль него мог выходить воздух. Через 24—48 час:
височную кость извлекают и помещают на несколько дней в пикрин—сулема-
уксусную кислоту (Р. Краузе, 1926). Для возможно лучшего сохранения
эпителия лабиринта у человека Кольмер инъицирует правацевским шпри^
цем несколько капель насыщенного на жидкости Рингера раствора осмиевой,
кислоты. Инъекцию проводят, с одной стороны, через основание стремени,
аус другой—через внутренний слуховой проход.
2365. Виттмаак (1906) при фиксации человеческого органа слуха
поступает следующим образом: а) височную кость после перерезки внутреннего
слухового прохода и снятия твердой оболочки помещают в смесь: бихромата
калия 5 а,- дестиллированной воды 85 см3, формалина 10 см3, ледяной
уксусной кислоты 3 см3. Объект оставляют в жидкости, не меняя ее, на 6—7 недель
при 37° и не вскрывая полукружные каналы и улитку; б) промывают в
проточной воде, 24 часа; в) объект уменьшают по Пансе (см. 2361); г) помещают на
3—4 недели в смесь: формалина 10 см3, ледяной уксусной кислоты 3—5 см3,
дестиллированной воды до 100 см3; д) декальцинируют в ежедневно сменят
емом 10-процентном водном растворе азотной кислоты (500 см3), (10—15 дней;
е) промывают в проточной воде, 2 дня; ж) 70-градусный спирт. Лишь послэ
этого вскрывают полукружные каналы и капсулу, улитки. Заливка' в
целлоидин.
Для тонких исследований Виттмаак рекомендует после обработки формат
дином с уксусной кислотой положить кусочки еще на 8 дней при 37° в смесь;
бихромата калия 2,5 а, осмиевой кислоты 0,5 а, ледяной уксусной кислоты
3 см3, дестиллированной воды 100 см3. Затем он подвергает материал в
течение 48 час. предварительной декальцинации в смеси: формалина 10 см3>
азотной кислоты 3 см3 и дестиллированной воды 100 см3. После этого
основательно промывает, заливает в целлоидин й блок дополнительно
декальцинирует в азотной кислоте (см. 1611).
2366. Хорошие результаты дает также фиксация в трихлоруксусныд:
смесях, приведенных в 344—347 (лучше фиксировать путем промывания);

Орган слуха
559
после 24—48 час. фиксации декальцинируют в 5-процентной трйхлоруксусной
кислоте до размягчения костей; кислоту отмывают в 90-градусном спирте.
2367. Для изоляции клеточных элементов кортиева органа поступают
по 2376. :
2368. Для окраски обзорных препаратов служат обычные методы, как,
например, гемалаун—эозин. Для тонких структур с успехом применяют
железный гематоксилин Гейденгайна или Вейгерта с докраской рубином S,
световым зеленым и т. п. Обычные методы, как, например, окраска азаном, часто не
дают равномерного окрашивания из-за предшествующей декальцинации.
Поэтому для выявления волокнистых структур, наряду с этими йетодами
часто используют и метод Билыповского (см. 1525). Однако для- метода
Билыповского лучше фиксировать в формалине, а не в жидкостях,
содержащих хром. Это относится и к применению метода Билыповского для
выявления нервных элементов (фиксируют в 20-процентном формалине,
декальцинируют в 5-процентной азотной кислоте, на 24 часа помещают в 4-процентный рас-,
твор сернокислого лития, основательно промывают в проточной воде, еще на
несколько дней помещают в формалин, затем на 1 час в воду и режут на
замораживающем микротоме). См. также Кольмер (1927), Билыповский
и Брюль (1907).
Заксен (1937) советует применять метод серебрения с едким натрием
Шультце или метод Билыповского в особых модификациях. Подробности см.
в оригинальной работе.
2369. Для выявления отолитов следует избегать в[рименения очень
кислых фиксирующих смесей и декальцинирующих жидкостей; они большей
частью растворяются и^в смесях, содержащих ледяную уксусную кислоту';
в бихромате калия с формалином отолиты сохраняют свою нормальную
величину (Вернер, 1934). См. также 204.

Глава XXXVII
ОРГАН ОБОНЯНИЯ
2370. При фиксации слизистой оболочки носа нужно следить за тем, чтобы
фиксирующая жидкость хорошо проникала и чтобы этому не препятствовали
задержавшиеся пузырьки воздуха. Поэтому, если фиксацию производят не
путем инъекции в кровяное ^русло, то носовую полость лучше вскрыть с какой-
либо стороны. Чтобы получить представление о строении слизистой оболочки,
следует изучить срезы как из обонятельной, так и из респираторной областей.
2371. Обонятельный эпителий находится у лягушки в главной полости
и в медиальной камере нижней полости; у рептилий—в дорзальной части
носовой полости; у птиц—в задней половине дорзальной поверхности средней
раковины над крышей носовой полости до середины перегородки; у
млекопитающих—на носовой раковине, лежащей в верхней задней части носовой
полости; у человека—на средней части верхней раковины и на
противолежащем участке носовой перегородки.
2372. В качестве фиксирующих жидкостей рекомендуются бйхроматная
смесь, приведенная в 238, жидкости Гелли и Буэна, «суза» и т. п. Если
должны резаться и костные части носовой полости, то требуется, конечно,
декальцинация. При тонких исследованиях обонятельного эпителия лучше
избегать дека л ьциниро Звания; для этого соответствующие части слизистой
оболочки после фиксации срезают с костной основы острым ножом.
2373. Для окраски обонятельного эпителия, кроме методов, обычно
применяемых для обзорных препаратов, особенно рекомендуется железный
гематоксилин. Слизистые железы, бокаловидные клетки и другие отделы носовой
полости окрашивают и обычными методами.
2374. Выявление чувствительных клеток производят импрегнацией
серебром по Бильшовскому (см. 1909—1913), Грос—Шультце (см. 1793), Кахалю
(см. 1918—1921) или же прижизненной окраской метиленовым синим. Для
этого по Р. Краузе промывают через сонную артерию голову только что
убитой овцы (объект особенно подходящий для этой цели) жидкостью Рингера,
подогретой до температуры тела, после чего вливают от 200 до 500 см3
1-процентного раствора метиленового синего. Через полчаса носовую полость
обнажают при помощи сагиттального распила, проходящего почти у перегородки,
а верхнюю раковину фиксируют в молибденовокислом аммонии. Затем в
абсолютном спирте эпителий подрезают и заливают в парафин.
2375. Для выявления опорных волокон опорных клеток Кольмер (1927)
после фиксаций по 241 перекрашивает молибденовым гематоксилином Гельда
и осторожно дифференцирует в. молибденовокислом аммонии.
2376. Форма чувствительных клеток очень хорошо обнаруживается на
мацерированных препаратах. Для этой цели весьма рекомендуется метод,
предложенный Ранвье, при котором, несмотря на длину клеток, очень хорошо
сохраняется их форма. Кусочки эпителия помещают на 1—3 часа в спирт
в треть, затем переносят на 5—15 мин. в 1-процентную осмиевую кислоту
и расщепляют в капле воды. 24-часовая мацерация в 0,1-процентной осмиевой
кислоте также дает хорошие результаты.

Глава XXXVIII
ТЕХНИКА ЭМБРИОЛОГИЧЕСКИХ ИССЛЕДОВАНИЙ
БЕСПОЗВОНОЧНЫЕ
2377. Весной и летом часто представляется возможность собрать в
стоячих медленно текущих водах яйца, коконы и личинки различных
беспозвоночных животных, в частности моллюсков. В то время как более поздние
стадии развития пригодны лишь для специальных исследований, ранние
стадии дают материал для наблюдений, имеющих общий интерес. Так,
например, на свежеотложенных яйцах катушки (Planorbis) можно очень хорошо
наблюдать выделение направительных телец. Подробные технические
указания см. у Геккера (1899), Рётига (1904), Бухнера (1915), Беляра (1928);
о развитии беспозвоночных у Коршельта и Гейдера (1909)1.
Многочисленные практические указания, в частности о добыче
животных и уходе за ними, находим у Гейера (1929.), Клингельгеффера (1931),
Рахова.
2378. Очень ценный материал для подробного изучения оплодотворения
и процесса дробления дают аскариды (Ascaris megalocephala) из кишечника
лошади (особенно зимой). Встречаются две разновидности аскариды: одна
имеет четыре, другая, реже встречающаяся, лишь две хромсюомы (Бовери,
1887). При перевозке червей из бойни в лабораторию нужно предохранить
животных от охлаждения, так как оно легко может привести к патологическим
изменениям (ненормальные фигуры деления и т. п.). Для этого лучше всего
кишку, содержащую червей, завязать двойной лигатурой или упаковать их
в теплый лошадиный навоз. Если фиксацию нельзя произвести сразу же на
бойне, то можно перевозить перевязанную петлю кишки в широком термосе,
прогретом предварительно горячей водой.
2379. Для фиксации половых трубок аскариды животное прикалывают
к восковому дну кюветы для вскрытия и осторожно разрезают кожномускуль-
ный мешок от головного конца к хвостовому. Жидкость, находящаяся в попо-
сти тела животного, содержит летучий яд, который у многих исследователей
вызывает головную боль, воспаление слизистых оболочек, тошноту и т. п.
Тем, кто чувствителен к яду, следует работать под тягой.
2380. Результаты фиксации у аскарид часто бывают очень неустойчивыми.
Один раз получают превосходные картины, а другой раз, при том же
фиксаторе, совсем плохие. Поэтому лучше фиксировать одновременно
половые трубки нескольких животных. Вскоре после проникновения
сперматозоида яйцевая оболочка значительно уплотняется и оказывает очень большое
сопротивление проникновению фиксирующей жидкости. В 30—60-градцгсном
спирте, в бихромате калия, в жидкости Мюллера эмбрионы остаются живыми
неделями. Это их свойство можно использовать для получения
всевозможных стадий развития. Для этого перевязывают нижний конец вагинальной
части яйцевода и помещают яйцевые трубочки во влажную камеру при 37°,
1 См. также более современную прекрасную сводку П. П. Иванова «Общая и
сравнительная эмбриология», Биомедгиз, 1937.—Прим. ред.
36 в. Ромейс

562
Глава XXXVIII.
например в чашку Петри, на дне которой находится слой фильтровальной
бумаги, слегка смоченный физиологическим раствором поваренной соли.
В таких условиях яйца очень хорошо развиваются. Следует избегать
попадания воды на яйцевые трубочки, так как они при этом лопаются. Можно
также положить яйцевые трубочки в 40—50-градусный спирт или в
2-процентный раствор бихромата KannHj и примерно при 20° они будут развиваться.
Более продвинувшиеся стадии развитии встречаются, конечно, ближе
к половому отверстию.
Живые яйца- лучше всего исследовать в капле полостной жидкости
животных.
2381. Для исследования ядер лучше фиксировать аскарид смесью Карнуа
(см. 226), Петрункевича (см. 341) или по Вовери (1897): концентрированного
водного раствора пикриновой кислоты 33 см3, дестиллированной воды 66 см3,
ледяной уксусной кислоты 1 см3. При последнем методе после 24-часовой
фиксации промывают в 70-градусном спирте (очень тщательно!), окрашивают
24 Часа в спиртовом борном кармине Гренахера, дифференцируют 24 часа в
70-градусном спирте с 1 % соляной кислоты и затем отмывают кислоту в чистом
70-градусном спирте. После этого яйцевые трубочки помещают в смесь из
1 части глицерина и 3 частей абсолютного спирта; в этой смеси их держат до
полного испарения спирта и таким образом получают яйца без какого-
либо сжатия.
2382. После фиксации в жидкости Карнуа полезно окрасить железным
гематоксилином, метиловым зеленым с пиронином или по Эрлих—Бионди.
&383. Костанецкий и Сидлецкий (1897) фиксируют в смеси из равных
частей сулемы (насыщенный при нагревании и затем охлажденный раствор
на физиологическом растворе поваренной соли) и 3-процентной азотной
кислоты или же в смеси из равных частей насыщенного раствора сулемы,
3-процентной азотной кислоты (или ледяной уксусной кислоты) и
абсолютного спирта. Через 24 часа проводят от 30- до 70-градусного спирта,
к которому прибавляют немного йодной настойки; затем по 24 часа
держат в спиртах 50-, 70-, 9СЦ 95- и 100-градусном. Заливку см. 2385.
2384. Чтобы сделать возможным проникновение консервирующей
жидкости (например, раствора Флемминга) через резистентную оболочку (периви-
теллиновая оболочка) Артом (1908) нарезает на замораживающем микротоме
яйца аскариды (отложенные или извлеченные из матки, помещенной в раствор
поваренной соли) на слои, толщиной около 30 р., благодаря чему наружные
слои оболочки (оказывающие наибольшее сопротивление) разрезаются; после
этого яйца фиксируются.
2385. На оплодотворенных яйцах аскариды можно с исключительной
ясностью показать внесение сперматозоидом митохондриев в протоплазму
яйца. Для этого расщепляют по Мевесу (1911) в жидкости Альтмана (см. 974)
маленькие разрезанные продольно кусочки матки, содержащие
соответствующие стадии. Через 24 часа вылавливают пинцетом находящиеся между
яйцами обрывки стенок трубки, а яйца вместе, с фиксирующей жидкостью
сливают в центрифужные стаканчики, дают им осесть и заменяют фиксатор
дестиллированной водой, которую в течение ближайших 24 час.
многократно сменяют. После этого яйца проводят через спирты возрастающей
крепости (в каждой концентрации по 24 часа) в парафин.
Для заливки яйца переводят из абсолютного спирта очень постепенно
(в течение 24 час.) в смесь из 3 объемов хлороформа и 1 объема эфира. Затем
их помещают со смесью хлороформа с эфиром в фарфоровые чашечки,,
которые ставят в прикрытую стеклянную банку. Сюда понемногу прибавляют
маленькие кусочки парафина до тех пор, пока через несколько дней не
получится концентрированный раствор. После этого чашечку извлекают из
стеклянной банки и ставя* йа термостат, гдб продолжают прибавлять парафин до

Техника эмбриологических исследований
насыщения. Затем чашку помещают в термостат при 40—50°, а после это га
при 58° всего на 1,5 часа; за это время смесь хлороформ—эфир—парафин
замещается чистым парафином с точкой плавления 56°, Далее часть парафина
сливают, ä остаток вместе с яйцами выливают в желатиновые капсулы (дли-»
ной около 30 см, в поперечнике 11 мм), которые снова ставят в термостат,
для того, чтобы яйца собрались на дне. Наконец, капсулы помещают в
холодную воду и парафину дают застыть. .•
2386. Для исследования более поздних стадий Мевес (1914), как и ApTQ»|
(см. 2384), нарезает матки на замораживающем микротоме (толщиц«.
срезов 60 (х) и переносит срезы в замороженном состоянии в жидкость Альт?
мана. Дальнейшая обработка, как указано выше.
2387. Очень благоприятным объектом для наблюдения процесса оплодог
творения являются по Беляру (1923, 1924, 1928) яйцевые клетки свободно*
живущих нематод (виды Rhabditis), у которых этот процесс можно хорошо'
проследить и прижизненно. Материал интересен также и тем, что при развиг
тии яиц на самок имеет место физиологический партеногенез* Проникающий
в яйцо спермий дает лишь толчок развитию,,отдает яйцу свою центросому
и дегенерирует, не образуя мужского пронуклеуса. Для фиксации яиц нематод
вполне пригодна смесь Петрункевича (см. 341).
2388. Для заливки изолированных яиц Беляр рекомендует способ, вполне-
пригодный также и для других мелких объектов, Фиксированный материал
центрифугированием или свободным осаждением собирают в возможно меньтг
шем количестве воды; затем его переносят на предметное стекло и прибавляют
капельку свежего куриного белка. Количество последнего нужно
рассчитать так, чтобы полностью залить объект, не оставляя вокруг него болыпогсг
слоя белка. После хорошего перемешивания образовавшийся комочек берут
скальпелем и намазывают на край ровно обрезанной полоски бумаги, на
которую нанесены необходимые отметки. Полоску с белковым комочком,
ориентированным книзу, осторожно погружают для коагуляции белка fc
сулему со спиртом по Шаудинну или в формалин 1 ; 8; далее следует обычная
обработка. После пропитывания в парафине комочек осторожно снимают
теплым скальпелем и заливают.
ПОЗВОНОЧНЫЕ
Круглоротые
2389. У миног, Petromyzon fluviatilis и P. planeri легко удается искус-*
ственное оплодотворение;-для этого из самок легким поглаживанием
выдавливают зрелые яйца через абдоминальную пору в сухую
эмалированную чашку. Во вторую чашку таким же способом выдавливают из поло*-
возрелых самцов молоки; бородкой пера их размазывают по яйцам:,
распределенным на маленькие кучки. Лишь после этого прибавляют воду
(Герфорт, 1900).
2390. На только что оплодотворенных яйцах миноги можно отчетливо
наблюдать процесс оплодотворения,, который протекает очень быстро, в
течение нескольких минут. Яйца сами устанавливаются анимальным полюсов
вверх. Проникновение спермия сопровождается различными движениями
протоплазмы яйца (Купфер и Бенекке, 1878).
2391. Для фиксации рекомендуются жидкости Буэна (см,. 305), Жиль^
сона (см. 340) или Петрункевича (см, 341). Зародыши поскорее провоз
дят в парафин. Наклеенные парафиновые срезы очень легко всплывают;
для предохранения- от этого их покрывают тонким слоем целлоидина
(см. 548), . - • / ,
2392. Миноги мечут икру осенью или весной.
36*

564
Глава XXXVIlI
Рыбы
2393. Икру рыб можно получать в течение всего года. При благоприятт
ном освещении у большинства видов можно наблюдать и изучать зародыша
с поверхности в живом состоянии.
2394. Время икрометания наиболее распространенных пресноводных рыб:
хариус—март, апрель; судак—апрель, май; усач—май, июнь; окунь—март,
апрель, май; голец—март, апрель; гольян—май, июнь; западный
сиг—ноябрь, декабрь; форель—октябрь, ноябрь, декабрь; карась—июнь; пескарь—
май, июнь; щука—апрель, май; дунайский лосось—апрель; карп—
май, июнь; ерш—апрель, май; лосось—сентябрь, октябрь, ноябрь; речная
минога—апрель; налим—январь; сиг—ноябрь, декабрь; плотва—апрель,
май; палья—июнь, октябрь, ноябрь; линь—май, июнь; сом—июнь, июль.
2395. Искусственное оплодотворение удается на рыбах без особого труда.
Для этого самку удерживают при помощи платка за голову, а свисающее
вниз тело продолжительное время поглаживают рукой без надавливания от
грудного плавника к анальному отверстию. Если животное половозрелое, то
яйца выходят с легкостью. Эту процедуру можно продолжать лишь до
появления из анального отверстия следов крови. То же проделывают с
половозрелым самцом. Яйца и спермин собирают отдельно в чистые стеклянные чашки.
После этого равномерно распределяют спермин по поверхности яиц бородкой
гусиного пера без прибавления жидкости (сухой, так называемый русский
метод). Лишь теперь с краю чашки прибавляют обычную воду в таком
количестве, чтобы она как следует покрыла яйца. Минут через 10 мутную от
спермы воду сливают и сменяют ее до тех пор, пока не исчезнет муть. Теперь
осеменение совершено, и яйца для дальнейшего развития можно поместить
в чистую проточную воду. Для этого целесообразнее всего пользоваться
выводным ящиком.
2396. Для прижизненных наблюдений над* процессами оплодотворения
и дробления можно особенно рекомендовать прозрачные яйца корюшки или
окуня (из морских рыб—белона).
2397. Для выявления и изучения на фиксированных объектах процесса
оплодотворения и происходящих при этом изменений, как-то: образования
направительных телец, яйцевого ядра, ядра дробления, протоплазматиче-.
ской лучистости и т. д., особенно пригодны по Бему (1881) искусственно
оплодотворенные яйца форели, которые легко добываются и дают ясные картины.
Начиная с момента осеменения, каждые 5 мин. фиксируют в сулеме с ледяной
уксусной кислотой (100 : 20) по нескольку яиц.
Еще лучше следующий метод: яйца сперва помещают в указанный выше
раствор сулемы с ледяной уксусной кислотой, в котором зародыш уже менее
чем через 30 сек. мутнеет. После этого яйца переносят в раствор сулемы
с меньшим содержанием ледяной уксусной кислоты (5%), для приготовления
Которого используют чистый раствор сулемы.
В обоих случаях яйца уже через 30—45 мин. помещают в 70-градусный
спирт, к которому добавляют немного йодной настойки. Минут через 45
срезают хорошо отточенной бритвой сегмент яйца, содержащий зародышевый
диск; при этом яйцо осторожно придерживают левой рукой. Если
зародышевые диски хранят в спирте, то его употребляют не крепче 80-градусного.
Лучше по возможности быстрее залить зародышевые диски в парафин, так
•как после спирта желток режется с трудом. В качестве промежуточной среды
чгспользуют хлороформ или чтобы избежать употребления абсолютного соирт
*га—бергамотное или кедровое масло. Пропитанные ими препараты переносят
«начала.на несколько часов„ в мягкий парафин (точка плавления 35—40°)
и лишь затем на короткое время (15—60 мин.) в твердый парафин (точка
плавления 56°). Так же хороша заливка через метилбензоат—целлоидин, (см. 392).

Техника эмбриологических исследований
565
Можно с успехом применить заливку через диоксан; при этом действие
спирта исключается полностью (см. 353 и 2414).
2398. Для того чтобы удалить желток, Вирхов (1885) и Копш (1898) ре-
комендуют предварительно обработать целые яйца форели в течение 10 мин>
смесью: хромовой кислоты 2 а, дестиллированной воды 900 см3, ледяной
уксусной кислоты 100 см*; для эмбрионов, содержащих меньшее количества
желтка, достаточно уже 5 мин. Затем яйца на 1,5 часа помещают в
0,2-процентный раствор хромовой кислоты и по возможности сразу обрабатывают
дальше. Для этого отдельные яйца переносят в физиологический раствор
поваренной соли, осторожно вскрывают, удаляют яйцевую оболочку, а
затем сдувают несвернувшийся желток с зародышевого диска струей из тонко
оттянутой трубочки; наполненной указанным раствором поваренной соли.-
Затем зародышевый диск, очищенный таким образом от желтка, фиксируют
окончательно, например сулемой (2 часа), смесью Флемминга (тщательная
промывка!) и т. д. После такой обработки зародышевые диски дают хорошие
поверхностные картины и хорошо режутся в парафине.
2399. Буке (1903) фиксирует недолго сулемой с ледяной уксусной кйслр^
той или жидкостью Ценкера и дополнительно уплотняет 10-градусным рас^
твором формалина; через несколько часов яйца переносят в 30-градусный
спирт и обрабатывают далвше 40—50-градусным спиртом и т. д. Желток
лососевых становится очень твердым, желток же бычка (Gobius capito)
режется в парафине хорошо.
2400. Бау-Киен-Тсинг (1922) помещает еще живые яйца костистых рыб
на 3—5 мин. в 0,7-процентный раствор NaCl, fla 100 см3 которого прибавлено
3—5 см3 уксусной кислоты (чем старше стадия развития, тем меньше уксусной
кислоты). Скорлупа при этом способе становится совершенно прозрачной и
зачаток эмбриона выделяется своим белым цветом на желто окрашенном желтке.
Если нужно сохранить яйца в виде тотального препарата, то их консервируют
в 10-процентном растворе формалина с прибавлением 2—5% уксусной кислоты
или перекиси водорода. Раствор с перекисью водорода пригоден для
ранних и поздних эмбрионов, содержащий же уксусную кислоту больше подход
дит для поздних стадий. В обоих растворах можно держать яйца неограниченно
долго. Если яйца нужно нарезать, то их переносят из раствора уксусной
кислоты с поваренной солью в чистый 0,7-процентный раствор NaCl,
вскрывают ножницами и пинцетом скорлупу и с выплывших эмбриональных
зачатков сдувают пипеткой желток. Затем их фиксируют в жидкости Буэна.
2401. Как общее правило, следует как можно быстрее заливать материалу
полученный от рыб, богатых желтком, так как вещество желтка, даже
в слабых спиртах, со временем становится твердым и хрупким. Если яйца
пролежат в спирте несколько лет, то в лучшем случае, можно попытаться
отделить зачаткц и эмбрионов катарактальной иглой и острием скальпеля и в
дальнейшем резать их изолированно. При этом, однако, если нет большого
опыта, приходится считаться со значительной потерей материала.
Если нет возможности залить материал сейчас же, то зародышевые диски
хранят в терпинеоле или кедровом масле.
2402. Для изучения ранних стадий кроветворения рекомендуется по
примеру Максимова (1923) фиксировать зародышевые диски 30—40 мин. в
жидкости Ценкера с формалином (см. 338) и затем обрабатывать их дальше тотально.
После 12—24-часовой промывки в дестиллированной воде быстро проводят
через спиртовый ряд в абсолютный спирт и затем на несколько дней
помещают в спирт—эфир; лишь после этого удается получить хорошую окраску.-
После обезжиривания объект снова переводят через 96-, 75-, и 50-градусный
спирт в воду и окрашивают, по Доминичи, азур—эозином или железным
гематоксилином. Такой же метод можно рекомендовать для
пресмыкающихся и птиц.

566
Глава XXXVIII
Амфибии
2403. С конца марта до середины апреля в прудах, лужах и ручьях можно
яайти икру лягушек и жаб. Лягушки откладывают икру кучками, жабы—
to виде шнуров. Икру можно исследовать в живом виде и при падающем свете
изучать, например, дробление.
Время спаривания1: Triton al^estris—c марта до мая; Т. cristatus—
с апреля до июня; Т. taeniatus—май; Rana esculenta—конец апреля и май;
R.r temporaria—март; Pelobates fuscus—начало апреля; Bombinator igneus—?
май и июнь; Alytes obstetricans—два раза в году (весной и осенью); Bufo
vulgaris и В. variabilis—апрель; В. calamita—весной, среди жаб последняя (см.
также А. Френкель, 1881); Sälamandra maculosa—весна. Аксолотль может
откладывать икру в течение всего года.
: 2404. У Rana и Bufo последние этапы процесса созревания оканчиваются
непосредственно перед откладкой икры. По О. Гертвигу и Борну (1894),
зародышевый пузырек на последних стадиях созревания яйца просвечивает
В виде светлого пятна на темно пигментированном анима льном полюсе.
Прохождение яйца по яйцеводу длится у Rana по Рётигу 12 час. У Bufo они
проходят без остановки. По Карнуа—Лебруну у Bufo calamita,Alytes, Bombina-
tor и ухвостатых амфибий созревание яиц происходит в период икрометания.
У тритона оно происходит толчками (Борн, 1894). Теплая погода, видимо,
■благоприятствует окончательному созреванию яиц. Самок следует убивать
в день поимки, так как у пойманных животных конечные стадии созревания
исчезают уже через 24 часа (период спаривания апрель—июнь).
2405. Искусственное оплодотворение удается лучше всего на лягушках
или жабах, которые были пойманы во время копуляции. Чтобы располагать
материалом в течение более длительного времени, парочки разъединяют и
содержат животных в корзинах с влажным мхом в прохладном месте. За день
до оплодотворения самцов и самок снова помещают вместе в сосуд с
небольшим количеством воды. Для производства оплодотворения сначала декапи-
*ируют самцов. У самцов Rana temporarга в период спаривания семенные
пузырьки обычно сильно наполнены. Их осторожно извлекают пинцетом
и опорожняют в чашечки, наполненные небольшим количество воды. У Rana
esculenta следует помещать семенники в небольшое количество воды, мелко
Зарезать и расщеплять. Затем, чтобы убедиться в подвижности спермиев,
каплю жидкости исследуют под микроскопом. После этого самку убивают,
вскрывают ей брюшную полость, осторожно, не сдавливая яиц, извлекают
их шпателем из матки и распределяют тонким слоем по дну чашки; затем
яйца обливают жидкостью со спермиями, наклоняя чашку то в одну, то в
другую сторону, так чтобы жидкость обтекла все яйца. Через 10 мин.
жидкость сливают и заменяют чистой водой, которую следует часто сменять.
Слой воды, покрывающий яйца, особенно в первое время, не должен быть
слишком высоким.
2406. О проведении искусственного оплодотворения на тритонах см.
Гертвиг (1882).
2407. Для фиксации ранних зародышей амфибий весьма рекомендуется
жидкость Буэна, так как она хорошо сохраняет как поверхностную картину,
так и гистологическую структуру. От стадии яйца до хвостовой почки
зародыши фиксируют в оболочках, более поздних зародышей освобождают
от оболочек передпомещением в фиксирующую жидкость. Для фиксации
вылупившихся личинок жидкость Буэна также можно считать вполне пригодной,
если только не придавать особого значения полной сохранности поверхностной
1 Эти данные, приводимые автором для Германии, более или менее отвечают
условиям юго-западной части СССР.—Прим. ред.

Техника эмбриологических исследований
567
картины; в этом случае при фиксации по Буэну приходится считаться с тем,
что после переноса в 80-градусный спирт, особенно у поздних, богатых водой
головастиков, поверхность кожи может сморщиться. Зато картина
поверхности личинок очень хорошо сохраняется при применении предложенной мною
смеси сулемы с трихлоруксусной кислотой (см. 346). В зависимости от
величины животного фиксируют 5—24 часа, а затем переносят в 90-градусный
спирт. В обоих случаях можно также переносить объект непосредственно из
фиксирующей жидкости .в диоксан.
2408. Хорошие результаты дает фиксация сулемовыми смесями Жильсона
{см. 340) или Петрункевича (см. 341), после которых яйцевые оболочки очень
легко удалять иглой и ножницами. Обе жидкости очень хорошо сохраняют
как поверхностную картину, так и внутреннюю структуру зародыша.
2409. Для исследования ранних стадий развития особенно важно
удаление яйцевых оболочек. На стадиях от яйца до хвостовой почки удаление
производят после фиксации, так как на этих стадиях развития зародыш в
свежем состоянии часто вообще не может быть извлечен из оболочек без
повреждения; кроме того, если даже оболочки удалены благополучно, то зародыш
вследствие своей мягкости сильно деформируется. Предложен ряд методов
удаления оболочек; при одних методах оболочки после надлежащей обработки
удаляют механически пинцетом или ножницами; при других—оболочки
удаляют химически, растворяя их соответствующими реактивами.
2410. В настоящее время считается лучшим метод Баутцмана(1930), при
котором зародыш сперва фиксируют в жидкости Буэна. Зародыши бесхвостых
и тех хвостатых амфибий, которые откладывают икру комками (Pleurodeles,
аксолотль), перед помещением в фиксатор изолируют по отдельности,
причем удаляют наружный студенистый слой, хотя это и не является
совершенно необходимым. Яйца тритонов фиксируют во всех оболочках.
Продолжительность фиксации 12—24 часа.
Для удаления оболочек из жидкости Буэна переносят по 4—5 зародышей
в плоскую чашку с 80-градусным спиртом и под бинокуляром наблюдают за
теми изменениями, которые происходят в студне под влиянием спирта. Уже
через несколько минут он становится мутным, и вскоре при сжатии в нем
становится видимой тонкая волокнистая структура. В этот момент у бесхвостых
амфибий нужно захватить оболочки яйца двумя пинцетами и разорвать в
каком-нибудь месте, в результате чего обнажается полностью или почти
полностью желточная оболочка. Затем захватывают желточную оболочку сначала
одним пинцетом, потом другим, что дает возможность легко снять сразу и
студенистую и желточную оболочки. Важно начать механическое удаление
оболочек в определенный момент действия спирта, так как и до и после этого
момейта оболочки удаляются лишь частично или же вовсе не удаляются.
У хвостатых амфибий в указанный момент прокалывают всю яйцевую
капсулу одной ножкой пинцета, а затем обе ножки плотно прижимают' друг
к другу. Таким образом капсулу разделяют почти как ножницами и зародыш
можно из нее извлечь с легкостью. В качестве особого преимущества метода
Ъаутцман указывает на использование жидкости Буэна, благодаря которой
препараты хорошо фиксируются и режутся и превосходно окрашиваются. При
старых же методах удаления оболочек применяли жидкости, лишенные
одного или даже нескольких из указанных качеств.
2411. Для получения хороших картин поверхности зародыша очень
рекомендуется метод фиксации и удаления оболочек, предложенный О. Шультце
(1899). При помощи этого метода оболочки также удаляют механическим
путем. Сначала со свежих зародышей снимают ножницами студенистую
оболочку вплоть до самого внутреннего студенистого слоя, окружающего
желточную оболочку. Затем зародыш помещают на 5 мин. в 2-процентный раствор
формалина (1 : 20), подогретый до 75° (максимум до 80°). В формалине они

568
Глава XXXVIII
моментально умерщвляются, и одновременно происходит настолько
значительное отставание оболочки, что зародыш легко извлечь из нее при помощи иглы
или пинцетов. Картина поверхности сохраняется при этом до тончайших
подробностей. Кожистая, эластическая консистенция зародышей делает их
вполне пригодными для дальнейшей препаровки под лупой (выявление
полости дробления, зародышевых листков и т. д.).
Положив зародыш в глицерин—желатину (предметное стекло с
вышлифованной лункрй), можно получить очень красивый несморщенный и длительно
сохраняющийся демонстрационный препарат. Еще лучше залить в цел ода ль
(см. 480).
2412. Гораздо реже производят удаление яйцевых оболочек химическим
путем. Барфурт (1893) и другие помещают для этого яйца на 15—60 мин.
в жавелевую воду, разбавленную 4 частями воды (несколько раз встряхивать).
Освобожденные от студенистой оболочки яйца оседают на дно; их осторожно
промывают водой и переносят в спирты возрастающей крепости.
Приготовление жавелевой воды: 3 г хлорноватр-
кислого калия КСЮ8 (осторожно! не измельчать, взрывчат!) обливают в эрг
ленмейеровской колбе 25 см3 дестиллированной воды, прибавляют 6 см3
соляной кислоты (уд. вес 1,16; 20° Боме) и слегка нагревают. Хлорноватокислый
калий разлагается с выделением хлора и, окрашивая жидкость в желтый
цвет, полностью переходит в раствор. Затем к этому раствору прибавляют,
охлаждая водой, холодный раствор 5 г едкого калия в 30 см3 воды, после чего
раствор обесцвечивается (уд. вес. 1,10). Через некоторое время выпадают
кристаллы хлористого калия, жидкость сливают и получают годный к
употреблению раствор. Из-за образования хлора раствор не следует
приготовлять вблизи инструментов (Доль, 1943).
Действующей частью раствора является хлор, освобождающийся из
образовавшегося хлорноватистокислого калия. Так как раствор со временем
становится неактивным, то его приготовляют лишь незадолго до
употребления. Жавелевую воду употребляют также для приготовления коррозионных
препаратов.
2413. Поскольку желток при нагревании легко затвердевает и с трудом
режется, то неоднократно рекомендовалось заливать яйца и ранние стадии
эмбрионов в мягкий парафин (точка плавления 40—50°). Чтобы приготовить
в этих случаях тонкие срезы, блок следует при резке охлаждать. К^йбель для
этой цели подвешивал над микротомом большую двустенную воронку,
середина которой заполнена льдом или твердой углекислотой. Выводное
отверстие воронки устанавливалось над парафиновым блоком таким образом, чтобы
охлажденный воздух все время стекал на блок.
Мягкий парафин очень легко режется на замораживающем микротоме-
тен Берге (см. 518).
2414. Для материала, богатого желтком, Леман и Рош (1934)
рекомендуют заливку через диоксан (см. также 353—356). Эмбрионы после фиксации
переносят из воды прямо в диоксан I, налитый над безводной сернокислой
медью. Отсюда их перекладывают в диоксан II и III с безводным хлористым
кальцием. В каждой порции материал выдерживают около 1 часа. При этом
объекты помещают в верхнем слое жидкости на решетке. Заливка через
бензол в парафин (по 15 мин.). См. также 792.
2415. Наклейку срезов лучше всего производить по 546, в: Если объект
окрашивался в куске, то срезы после подсушивания на воздухе можно еще
покрыть с помощью мягкой кисточки тонким слоем клейкой массы Штрассера
(10 объемных частей эфира, 10 объемных частей коллодия и 15 объемных
частей касторового масла). После высушивания переносят в карбол-ксилол,
чистый ксилол и бальзам. Если желательна окраска срезов, то в случае
легко всплывающих объектов поступают по 548.

Техника эмбриологических исследований
569
2416. Для окраски ранних зародышей амфибий очень хорош раствор
пикрина с сине-черным по Гейденгайну, в котором обычно очень отчетливо
выступают клеточные границы. Так как основной раствор (см. 1505) дает слишком
интенсивную желтую окраску желтка, которая маскирует тонкую
пигментацию, то Баутцман (1929) после прокраски кусочков борным кармином
окрашивает срезы в два приема: сперва в растворе со сниженным содержанием
пикриновой кислоты (на 50 см3 50-градусного спирта около 15 капель
насыщенного водного раствора пикриновой кислоты) до появления слабой желтой
окраски; после этого несколько минут в растворе сине-черного В
(сине-черного В 1 г, метилового спирта 80 см3, дестиллированной воды 320 см3),
разбавленном дестиллированной водой в отношении 1:3; После быстрой
промывки в 50-градусном спирте дифференцировка в 70-градусном спирте.
2417. Для окраски желточных элементов у амфибий Петер (1904)
рекомендует железноквасцовую кошениль. 10 а порошкообразной кошенили
кипятят в 250 см3 дестиллированной воды и выпаривают раствор (непрерывно
взбалтывая) до 50 см3. Затем приливают дестиллированной воды до 150 см3,
-фильтруют и на каждые 40 см3 фильтрата прибавляют по 3 капли
концентрированной солйной кислоты. Образующийся тонкий осадок оседает в течение
1—2 дней и прозрачная оранжево-красная жидкость готова к
употреблению. Ее употребляют в неразведенном виде.
Приклеенные белком и освобожденные от парафина срезы окрашивают
18—24 часа при 37°, ополаскивают дестиллированной водой (можно опустить)
и заливают 1-процентным раствором железных квасцов; если он становится
.черным, его следует сменить. Через 0,5—2 мин. ополаскивают
дестиллированной водой и переводят через спирт и ксилол в бальзам.
2418. О наружных цветных метках по Фогту и об их гистологической
фиксации см. 790—794.
Рептилии
2419. Ранним летом (май, июнь) не очень трудно найти беременных
ящериц и змей. Яйца, лежащие в маточных трубках, находятся еще на
начальных, стадиях развития, так как рептилии (за исключением живородящих
видов) откладывают оплодотворенные яйца относительно рано. Кладки же,
найденные в природе, содержат большей частью уже поздние стадии
развития. Если скорлуповая оболочка этих яиц несколько спалась, то их
помещают во влажный мох и т. п., где в короткий срок восстанавливается
первоначальное натяжение оболочки.
Таблица 14
ВРЕМЯ СПАРИВАНИЯ И КЛАДКИ ЯИЦ У РЕПТИЛИЙ РАЗНЫХ ВИДОВ 1
Вид
Спаривание
Время родов или кладки
Lacerta agilis
Май до июня
» muralis
Апрель
Июль
* vivipara
Конец апреля
Середина июля
Anguis fragilis
Май
Август (даже октябрь)
Pelias berus
Начало апреля до мая
Конец августа до
начала сентября
Coronella austriaca
Середива апреля
То же
Tripidonotus natrix
Середина мая
Середина июля до
конца августа
1 См. примечание к 2403.—Прим. ред.

Глава XXXVIII
2420. Для выведения рептилий из яиц отложенные в различное время
яйца кольчатого ужа помещают, по Ретигу, в широкий стеклянный цилиндр,.
дно которого покрывают слоем опилок и свежим конским навозом. На него
кладут яйца, отложенные вначале. Затем насыпают новый слой опилок
и снова покрывают его слоем навоза, на который кладут более молодые яйца
и т. д. Таким образом получают разные этажи яиц, которые все хорошо
разбиваются и из которых самые нижние являются самыми старыми.
2421. Фиксация зародышей в неповрежденном состоянии представляет
некоторые трудности лишь при извлечении из матки яиц, находящихся на
ранних стадиях развития. Фиксируют или после удаления яйцевой скорлупы
или же со скорлупой, что более рекомендуется для начинающих.
В первом случае скорлуповую оболочку лучше удалять в 0,7-процентном
растворе поваренной соли. Острым пинцетом захватывают скорлупу яйца
так, чтобы образовалась невысокая складка, которую удаляют, разрезая
по длине ножницами (если отверстие получилось слишком маленьким, то
вто приводит к экстраоватам, которые, как правило, оканчиваются разрывом
желточной оболочки, истечением желтка и гибелью зародыша). Для
удлинения разреза вторично захватывают складку и срезают дальше до тех пор,,
пока яйцо не выпадет из скорлуповой оболочки.
2422. Если яйцо удается освободить от яйцевых оболочек без
повреждения, то. его с помощью соответствующей роговой ложки переносят в
фиксирующую жидкость. В качестве фиксатора можно употреблять смеси Буэна,
Гелли, Петрункевича и т. п.; в зависимости от величины зародыша,
фиксируют от одного до нескольких часов. После этого яйца переносят в
70-градусный спирт (или в воду). Эмбриональное или соответственно сосудистое поле
отрезают отточенными остроконечными ножницами и дальше
обрабатывают отдельно. При фиксации яиц, находящихся на очень ранних стадиях
развития, рекомендуется сначала довести их до 80-градусного спирта
целиком и лишь после этого вырезать из них острой бритвой
зародышевый диск.
2423. Для фиксации яиц в невыпущенном состоянии их помещают
целиком на 5—6 час. в пикрин—азотную (см. 313) или пикрин—серную кислоту
{см. 312) или же да 24 часа в пикрин—уксусную кислоту по Бовери (см. 2381).
Если после этого перенести яйцо в дестиллированную воду, то скорлуповая
оболочка с легкостью снимается пинцетом или ножницами. Затем зародыш
обрабатывают дальше обычным способом.
2424. На яйцах ящериц и, в частности, веретениц, а также на ранних
эмбриональных стадиях очень хорошие результаты дает следующий метод,
сходный с приведенными выше (Оппель, 1891, 1892). Невыпущенные яйца
помещают на 2—3 часа в сулему с ледяной уксусной кислотой (100 : 5), а отсюда
на 8—12—24 часа в насыщенный водный раствор пикриновой кислоты.
Затем переносят (см. 2423) в воду, снимают яйцевую оболочку и обрабатывают
яйцо дальше .спиртами возрастающей крепости. Зародышевый диск
вырезают острой бритвой в 80-градусном спирте.
2425. Ретиг (1904) фиксирует яйца рептилий (веретеницы и других
ящериц, змей) 24 часа в смеси из 30 объемных частей 1-процентной хромовой
кислоты, 30 частей концентрированного раствора сулемы, 3. частей ледяной
уксусной кислоты, 10 частей формалина и 27 частей дестиллированной воды;
промывка в проточной воде, также 24 часа, и удаление оболочек лишь в1
спирте.
2426. На более поздних стадиях развития фиксация не представляет
никаких трудностей. В этом случае яйцевые оболочки удаляют в 0,7-процентном
растворе поваренной со ли;, освобожденный от желтка, более или менее
спирально свернутый зародыш переносят ложкой в подходящую фиксирующую
смесь, например в жидкость Буэна или Ценкера.

Техника эмбриологических исследований
571
Птицы
2427. Наиболее удобным материалом для исследования яиц птиц
являются куриные яйца; на них трудно получить лишь первые стадии дробления,
так как дробление завершается уже в нижних частях яйцевода и в так
называемой матке одновременно с образованием яичного белка и скорлупы.
На только что отложенных яйцах часто уже видны два первые зародышевые
листка. Такий образом, для получения более ранних стадий, приходится
убивать курицу. По Рауберу (1876), некоторые птицы, например канарейки,
откладывают яйца на значительно более ранней стадии развития. Чтобы на
отложенных яйцах можно было проследить дальнейшее развитие, их
закладывают в соответствующий инкубатор.
2428. В крайнем случае, можно использовать обычный термостат с
регулятором, установленным на 38—39°. Однако температура не должна
превышать 39°. Меньшее значение имеет временное снижение температуры. Для
поддержания в термостате влажности на дно помещают плоскую чашку с
водой; в противном случае яйца высыхают. Кроме того, нужно обеспечить доступ
в инкубатор свежего воздуха, например открывая дверцу несколько раз
в день на короткий срок. Яйца каждый день следует поворачивать вокруг
их длинной оси примерно на 90°. Лучше всего на одной стороне яйца
карандашом нанести крест, а на противолежащей стороне кружок, тогда всегда
можно видеть, на сколько градусов было повернуто .яйцо. Вращать всегда
следует в одном направлении, например по часовой стрелке. При слишком
частом вращении, особенно на ранних стадиях,, можно легко вызвать
появление уродств (например, 2—3 мозговые трубки и т. п.). Важно также
ежедневно немного охлаждать яйца. Для этого их каждый день выставляют на
воздух, вначале на 2—5 мин., к концу развития (на 15—21 день) на 15—-30 мин.
(в инкубаторах это лучше делать, вытягивая полки).
2429. Яйца, полученные для выведения со стороны, целесообразно
оставить перед-закладкой в инкубатор спокойно лежать 24 часа в
прохладном месте в горизонтальном положении.
2430. Продолжительность высиживания у голубей 18, у кур 21, у уток
(часто большие отклонения!) 28, у гусей 30, у индеек 28, у цесарок 26 дней.
2431. Яйца других птиц, например чайки, воробья и т. п., также легко
добываются. Яйца некоторых птиц очень трудны для обработки вследствие
особой вязкости белка, например яйца чибиса; в этом отношении они сходны
с яйцами черепах.
2432. Определение положения зародыша. Если вынуть яйцо из
инкубатора, не вращая его, в горизонтальном положении, то зародышевый диск
плавает сверху на поверхности желтка.
Положение каудального и краниального концов зародышевого диска
также можно установить заранее с достаточной точностью, если положить
яйцо так, чтобы тупой полюс был обращен налево, а острый направо. В таком
случае линия, соединяющая оба полюса, разделит зародышевый диск на
заднюю половину, обращенную к наблюдателю, и на переднюю половину,
направленную от него. Задняя половина соответствует будущему каудальному
концу эмбриона, передняя—будущему краниальному.
2433. Для прижизненных наблюдений первых стадий развития
очерчивают на скорлупе в месте предполагаемого расположения зародышевого
диска круг, диаметром около 2 см. Затем внутри этого круга напильником
утончают скорлупу и коллодием приклеивают к яйцу соответствующего
размера эбонитовое колвдо. После того как оно приклеится, удаляют внутри
кольца скорлупу и яйцевую оболочку, заполняют это пространство белком,
взятым из другого яйца, и накрывают покровным стеклом, которое прочно
приклеивается благодаря избытку белка. Затем помещают яйцо в инкубатор.

572
Глава XXXVIII
2434. Фиксации зародыша должно предшествовать удаление белковой
оболочки. Для этого яйцо держат над стеклянной чашкой, прокалывают
острой браншей крепких препаровальных ножниц скорлупу и отламывают от
нее сперва небольшой кусочек. Затем отверстие расширяют все больше
и больше, давая при этом избытку белка полностью стечь. Особенное
внимание нужно при этом обращать на халазы, перерезая их сначала на одной
стороне, затем на другой; для этого им дают стекать вместе с белком при
соответствующем наклоне и вращении яйца и все время обрезают
ножницами, чтобы избежать разрыва желточного шара и желточной оболочки.
Когда большая часть белка будет таким образом удалена, остаток скорлупы
вместе с желточным шаром погружают в подогретый до 37° физиологический
раствор поваренной соли, выкатывают желточный шар и с помощью кисточки
или пинцета тщательно удаляют остатки белка из области зародышевого
диска. Затем острыми ножницами обрезают край зародышевого диска
(краевой синус). Желточную оболочку, если она не отстает сама,,удаляют,
осторожно стягивая тонким пинцетом. Зародыш захватывают роговой ложечкой
и осторожно помещают в фиксирующую жидкость (см. также 1389):
Начинающим лучше сперва брать 3—5-дневные стадии, так как более
ранние обрабатывать труднее (см. 2437).
2435. В качестве фиксатора особенно пригодна жидкость Буэна или ее
модификации; для специальных исследований рекомендуется, наряду с
другими, жидкость Флемминга (ядро) и ее модификация Мевеса (см. 971, для
митохондриев), а также жидкость Максимова (см. 338, 1388 для крови).
2436. Хороший метод, который можно рекомендовать и начинающим,,
состоит в том, что обнаженный (см. 2434) желток переносят с возможно
меньшим количеством белка не в физиологический раствор поваренной солиг
а в большую чашку с 300—500 см3 3—5-процентной азотной кислоты или
лучше смеси формалина с азотной кислотой (Мак-Клунг), в которой
желточную оболочку можно удалить с легкостью. Для приготовления смеси
соединяют 3 части разведенного формалина (1 : 9) и 1 часть 10-процентной азотной
кислоты. После помещения в жидкость сперва кисточкой тщательно удаляют
с желточного шара свернувшийся белок до обнажения желточной оболочки
(если раствор мутнеет, его осторожно возобновляют). Минут через 15 кривыми
ножницами обрезают зародышевый диск кнаружи от краевого синуса и
снимают его с поверхности желтка. Затем тонким пинцетом захватывают край
желточной оболочки и, осторожно водя ее то в одну, то в другую сторону,
^отделяют. После этого зародышевый диск для дополнительной фиксации
-осторожно переносят на короткий срок (0,5—2 часа) в жидкость Буэна,
в формалин с сулемой (формалин 1:9, насыщенный сулемой) и т. п.
2437. При фиксации самых ранних стадий легко наступает разрыв
зародышевых листков. Во избежание этого зародышевый диск, при обработке
по 2436, сначала оставляют в связи с поверхностью желтка и вырезают лишь
после того, как желточный шар будет доведен до 80-градусного спирта.
После этого и желточная оболочка отделяется обычно без всякого труда.
2438. У крупных эмбрионов (2—4 см длиной) перед фиксацией
вскрывают головную, грудную и брюшную полости. У еще более поздних
эмбрионов фиксируют более объемистые органы в изолированном состоянии:
2439. Для окраски срезов, кроме гемалаун—эритрозина, дающего обычно-
вполне удовлетворительные результаты при изготовлении обзорных
препаратов, особенно рекомендуется окраска железным
гематоксилином—оранжевым или же хромотропом. Для исследования процессов кроветворения
необходима окраска азур—эозином (см. 1396) или окраска по Паппенгейму
(см. 1403). К сожалению, устойчивость последних окрасок лишь ограничена.
2440. Приготовление тотальных препаратов. Ранние прозрачные
зародышевые диски и эмбрионы можно после окраски целого кусочка (см. 634)

Техника эмбриологических исследований
573
заключать для общего обзора тотально. Для этого их переводят через спирты
и ксилол в канадский бальзам. Чтобы предохранить зародыш от
раздавливания, нужно, однако, подложить под покровное стекло соответствующей
толщины защитные полоски.
2441. Еще в большей мере можно рекомендовать заключение
зародышевых дисков, тотально окрашенных кармином, в цело даль (см. 840). В этом
случае форму объектов можно очень хорошо изучать под бинокулярным
зшкроскопом или под лупой. Данный метод особенно рекомендуется для
демонстрационных целей.
2442. Чтобы при поверхностном расположении зародышевого диска
выявить клеточные границы, диск помещают в 3—5-процентную азотную
кислоту (см. 2436), на 100 см3 которой прибавляют 5—10 см3 1-процентного
раствора азотнокислого серебра. Дальнейшая обработка см. 1283.
2443. О технике изоляции отдельных зародышевых листков («делями-
яация») лучшие указания находим у Драща (1914).
2444. Сказанное выше (см. 2401) относится также и к ранним стадиям
развития птиц, как и ко всякому материалу, богатому желтком.
Млекопитающие
ОБЩИЕ ЗАМЕЧАНИЯ
2445. Для систематического изучения эмбриологии млекопитающих
легче всего можно добыть зародыши мышей, крыс, морских свинок или
кроликов.
2446. Если самцов и самок-сажать вместе только в разгар течки, то
особенно у мышей, крыс и морских свинок нетрудно получать эмбрионы
определенного возраста. О состоянии цикла, в течение которого различают ди-
эструс, проэструс, эструс и метаэструс, судят методом вагинальных мазков.
Разгар полового цикла (эструс), совпадающий с допуском самца и с
разрывом зрелых фолликулов, характеризуется так называемой глыбчатой
стадией влагалищных мазков, к этому моменту клетки мазка представлены почти
исключительно крупными, чешуйчатыми, ороговевшими клетками плоского
эпителия, которые при окраске гемалаун—эозином интенсивно окрашиваются
в красный цвет, не обнаруживая окраски ядер. Эта стадия мазков у
кастрированных животных отсутствует. Она наступает лишь при наличии овариаль-
ного гормона. На этой стадии в яичнике обнаруживаются крупные, готовые
к разрыву фолликулы, рога матки большие, прозрачные, наполнены
-жидкостью и находятся в состоянии гиперемии. При переходе к метаэструсу
происходит разрыв фолликула.
В диэструсе (стадия покоя) мазок состоит из небольшого количества
чяизи, смешанной с немногочисленными лейкоцитами и эпителиальными
-клетками. В проэструсе (фаза пролиферации) преобладают полигональные,
содержащие ядро эпителиальные клетки. В метаэструсе (фаза распада)
имеются преимущественно полиморфноядерные лейкоциты. Рога матки при
диэструсе маленькие и бледные. У грызунов сразу после спаривания
влагалище оказывается закрытым белой пробкой, образованной из застывшего
декрета семенных пузырьков.
2447. Аллен (1924), обстоятельно изучивший на мыши изменения,
связанные с течкой, считает, что у них половой цикл длится в среднем 4,5 дня;
по Цондеку (1931) он занимает 6—8 дней, причем на него влияют также время
года и питание. Продолжительность течки тоже "может колебаться между
1—4 днями. Через 23—33 часа после родов наступает течка, идущая с
овуляцией» в последующие же 20 дней она отсутствует (Тогари, 1925).
Беременность у мышей длится в среднем 20 дней; численность помета в среднем

574
Глава XXXVIII
5—7 штук (Заллер, 1927). Половозрелость (12—15 г) к 5—6 неделям;
готовность к плодоношевию (18—20 г) к 8—12 неделям. Способность к
плодоношению угасает к 6—8 месяцам (см. Дёттль, 1942, где имеются также указания
о содержании животных).
2448. Взятие выделений у мышей лучше всего производить маленькой
платиновой петлей, которую надо каждый раз перед введением во влагалище
прокаливать и охлаждать. Тщательно избегая повреждения, делают петлей
легкий соскоб со стенки влагалища (в глубине), а затем содержимое петли
размазывают по предметному стеклу. При введении и извлечении петли не
следует прикасаться к преддверью влагалища, так как при этом можно
захватить его эпителий, ороговевающий независимо от овариального цикла.
2449* Для окраски мазки фиксируют 10 мин. в смеси метилового и
абсолютного этилового спирта (1 : 1), а после этого на такой же срок помещают
в смесь полихромового.метиленового синего и карбол—фуксина.
Приготовление смеси: полихромового метиленового синего по Унна
(см. 1413) 3,0 см3, карболового фуксина (см. 1385) 2,0 см3, дестиллированной
воды 100 см3, Затем промывают в дестиллированной воде до прекращения
отдачи облачков краски (около 0,5—1 мин.) и выставляют для просушки.
Наконец, заключают в иммерсионное масло. Разведенная красящая смесь
годится к употреблению приблизительно в течение 14 дней.
2450. Более прост, но дает вполне удовлетворительные результаты,,
следующий способ: а) мазки, Высушенные на воздухе, помещают на 5 мин.
в гематоксилин Эрлиха; б) проточная вода, 5 мин.; в) 1-процентный водный
раствор эозина, 5.мин.; г) быстро ополаскивают водой и высушивают.
Покрывают иммерсионным маслом.
2451. Мазки следует приготовлять через правильные промежутки
времени (по крайней мере, 1 раз в день). При изучении гормонов бывает
необходимо ежедневно брать у каждого животного два соскоба (в 8—9 час. и в
17—18 час.)
2452. При работе с мышами ассистент не требуется, если только
животное держать по предложенному Цондеком и Ашгеймом способу. Большим
и указательным пальцами левой руки захватывают мышь на затылке между
ушами, спину животного помещают над дорзальной поверхностью среднего
и безымянного пальцев, а хвост зажимают между безымянным пальцем и
мизинцем. Голову мыши прижимают к груди исследователя. В этом
положении животное остается почти спокойным; вместе с тем влагалище оказывается
хорошо доступным.
2453. Половой цикл крыс длится в среднем 14 дней. Подробные данные
по половому циклу см. у Лонга и Эванса (1920 и 1922). Беременность у крые
длится 21—22 дня. Средняя численность выводка 6—7 штук. Первая течка
на 76-й день после родов. Подробности у Доналдсона (1924), кроме того, у Грин-
мена и Дубринга (1931). Половозрелость (60—80 г) на ^-^Э-й неделе.
Готовность к плодоношению (150—200 г) на 15—20-й неделе. Способность к
плодоношению угасает к 1,5 годам (Дёттль, 1942),
Выделения берут так же, как у мышей, но для того чтобы держать
животное, необходим помощник.
2454. У морских свинок половой цикл длится с большой регулярностью»
15—16 дней. Мазки изготовляют с помощью крепкой длатиновой петли.
Подробное описание изменений, связанных с половым циклом, у Стоккарда
и Папаниколау (1917) и Селле (1922); последний дает также особую методику
приготовления мазков.
2455. Беременность морских свинок длится, по Авери (1925), .65—70*.
дней (в среднем 67—68 дней). Кроме того, Авери дает точные указания,о.
сексуальном поведении этого вида животных. Морские свинки при первой
беременности дают лишь 1—2 детенышей, цри последующих, число их повышается

Техника эмбриологических исследований
575
до 2—4, реже больше. Детеныши становятся взрослыми через 8—9 месяцев.
В исключительных случаях они становятся способными к размножению уже
на 2-м месяце жизни, однако лучше покрывать их на 7-м или 8-м месяце.
Подробнее о разведении морских свинок см. у Штеппеса (1918).
2456. У кроликов, по Хаммонду (1925), правильного полового цикла нетг
так как без совокупления овуляции у них не наступает. Однако Тсу-Зонг-
Юнг (1923, 1924) и Курье (1926) и у этих животных установили на
влагалищных мазках циклические изменения. Вскоре после родов наступает течка,
продолжающаяся около 14 дней.
В другое время о течке узнают по тому, что животное становится
беспокойным, оживленно прыгает, начинает перетаскивать сено и солому, не пое-1
дая их. Если желательно покрыть крольчиху, то нужно ее принести к самцу,
но не наоборот. Ее оставляют у самца до тех пор, пока она не будет покрыта
несколько раз. После совокупления самец обычно на несколько мгновений
падает на бок. Чтобы выяснить, произошло ли зачатие, крольчиху через
8 дней снова приносят к самцу;' если она его не допускает, то это признак
того, что она беременна. К концу беременности самки вырывают у себя
волосы для устройства гнезда.
2457. Беременность у кроликов длится 28—30 дней. Хорошо упитанные
животные приносят .6—7 и более крольчат. Пол по наружному осмотру
можно установить через 7—8 недель. Через 4 месяца лучше отделить самцов
от самок: Начиная с 6-месячного возраста их можно спаривать.
Ценные указания о технике разведения можно найти у Шумана и у Б ун-т
гартца..
2458. Время течки других животных: собака—февраль и август; кошка—-
март и апрель; овца—с марта и в течение всего лета; свинья—апрель и
сентябрь (см. также таблицу у Гессе и Дофлейна, 1914, 2 часть, стр. 487).
2459. Средняя продолжительность беременности: собака—63—65 дней;
кошка—56—59 дней; овца—154 дня; свинья—120 дней; козуля—7—8
месяцев; корова—40 недель или 282 дня; лошадь—48,5 недель или 340 дней.
НАХОЖДЕНИЕ, НАБЛЮДЕНИЕ И ФИКСАЦИЯ РАННИХ СТАДИЙ РАЗВИТИЯ
2460. Зрелые яйца мыши можно получить, прокалывая зрелые
фолликулы в растворе Рингера или Тироде или в кровяной сыворотке. Поперечник
яйца 80—100 [i>, с блестящей оболочкой 100—120 ja. Яйца очень прозрачны,
блестящая оболочка при этом не мешает. Приставшие части лучистого
венца нужно удалить пипеткой, осторожно всасывая их, а затем
выпрыскивая.
2461. По Соботта (1895), у мыши проникновение сперматозоида в яйцо
происходит через 5—10 час. после совокупления. Пронуклеусы появляются
через 18—22 часа, первая стадия Дробления через 26, а вторая—через 50 час;
стадия 8 бяастомеров—через 60 час; стадия 16 бластомеров—через 72 часа.
Часов через 80 яйцо достигает матки, где в течение 4—5 дней оно не обнаруг
живает особой ориентации. После указанного срока яйцо внедряется на
стороне, противоположной мезометрию, таким образом, что на этих ранних
стадиях развития на хорошо ориентированных поперечных срезах через
матку получаются продольные срезы эмбриона.
2462. У кроликов часов через 10 после совокупления наступает
овуляция. Зрелое яйцо кролика имеет диаметр около 120 (х, с блестящей оболочкой-*
около 170 (х. Первая стадия дробления наступает в яйцеводе через 1—2 дня
после совокупления. На 4—5-й день после совокупления зародышевые
пузырьки находят в матке. Незадолго до внедрения в стенку матки, прибли>
зительно на 7—8-й день после совокупления зародыш достигает размера
горошины. •

576
Глава XXXVIII
2463. Отыскание и изоляцию ранних, еще не имплантированных стадий
развития у кроликов, мышей или крыс производят следующим образом.
У ясивотных, убитых наркозом, ударом по затылку или декапитацией,
извлекают яичники, яйцеводы и матку и помещают их в раствор Рингера,
подогретый до температуры тела (важно во избежание сокращения!). Затем, в
зависимости от стадии, яйцеводы или матку при помощи тонкой пипетки
промывают с маточного конца тецлым раствором Рингера (4 раза по 1 см3
в 4 маленькие чашечки с диаметром не больше 4 см). При просмотре под
слабым увеличением яйца большей частью обнаруживают в первых чашечках.
При известных условиях яйцеводы отпрепаровывают, отделяя мезо-
метрий, вследствие чего закрученная много раз трубка выпрямляется и
становится легче проходимой.
2464. Ййца и зародыши, изолированные таким образом, Арнольд (1938)
переносит для прижизненного окрашивания капиллярной пипеткой в
чашечки с раствором Рингера, к которому прибавлено 1—2 капли 0,5-процёнт-
ного раствора яркого крезилового фиолетового, крезилового прочного
фиолетового, яркого витального красного, нейтрального красного или чисто
сливового. Яркий крезиловый фиолетовый и крезиловый прочный
фиолетовый до pH около 7,6 окрашивают в синий цвет; при pH около 7,8—в
насыщенно красный цвет. Яркий витальный красный и нейтральный красный
при pH около 5,6 дает чисто розовую окраску, при 7,1—7,2—яркокрасную,
при 7,6—желто-розовую. При окраске чисто сливовым, который по Арнольду
дает удивительно красивую и исключительно закономерную двухцветную
прижизненную окраску, чистая вишнево-красная окраска указывает на
наличие кислых веществ, чисто синяя—на присутствие основных веществ.
2465. Фиксация. Наиболее ранние стадии, например эмбрионов мыши
до 6-дневного возраста, лучше фиксировать in situ, помещая яйцевод или
матку в жидкость Буэна, «суза» и т. п. В случае фиксации более поздних
эмбрионов .яйцеводы, матку и влагалище растягивают булавками в чашке
с восковым дном в растворе Рингера. Затем, начиная со стороны
влагалища, тщательно удаляют мускулатуру верхней стенки над отдельными
плодовыми узлами, не надавливая при этом на них. После этого на обнаженные
места несколько раз наносят по капле фиксирующую жидкость.
Через 15 мин. булавки снимают, и если сокращения больше не
наступает, то рога матки с эмбрионами помещают в чистую фиксирующую
жидкость.
При резке на этой стадии матку ставят перпендикулярно плоскости
среза. В случае самых ранних, еще не прикрепившихся, зародышей
ориентировка плоскости среза более или менее случайна.
. ОБРАБОТКА ЗАРОДЫШЕЙ, НАХОДЯЩИХСЯ НА БОЛЕЕ ПОЗДНИХ СТАДИЯХ РАЗВИТИЯ
2466. Если требуется хорошо профиксировать эмбрионы
млекопитающих размером более 3—5 мм, то перед фиксацией яйцевые оболочки следует
удалить. Применяют быстро проникающие жидкости, например смесь «суза»
Гейденгайна (можно разбавить равным количеством воды), жидкость Буэна,
сулема—формалин—ледяная уксусная кислота по Штиве и т. п.
Если величина эмбрионов превышает 15—20 мм, то, прежде чем поместить
их в фиксирующую жидкость, рекомендуется обнажить внутренности, уда-
див брюшную стенку. У крупных эмбрионов в большинстве случаев
необходимо фиксировать отдельные органы или же производить фиксацию путем
инъекции в кровяное русло. Для специальных целей избирают, разумеется,
соответствующие фиксаторы, приведенные в других главах.
2467. Если эмбрионы не могут быть залиты сразу после фиксации, то
,j[X лучше всего сохранять в относительно безвредном 80-градусном спирте.

Техника эмбриологических исследований
577
2468. Весьма подходящий материал для исследования серий
эмбриональных стадий дают зародыши кроликов, свиней и овец. Последние получают
с бойни, Фиксируют, однако, непосредственно после убоя, так как эмбрио-
нальна^ ткань, особенно летом, очень быстро, изменяется. Лучше всего тут же
на бойне вскрыть плодовый пузырь, положить эмбрионы в жидкость Буэна
и в таком состоянии возможно быстрее доставить их в лабораторию для
дальнейшей обработки.
2469. Точное определение возраста ранних эмбрионов человека
представляет трудности прежде всего потому, что на может быть точно отмечен
момерт. оплодотворения. Гроссер (1932) на основании имеющихся данных
и подробного критического анализа материалов приходит к следующей оценке
возрастов (табл. 15). . *
Таблица 15
определение возраста ранних эмбрионов
человека (по Гроссеру, 1932)
Стадия
Возраст,
дни ,
Имплантация
10
Стадия Брайс-Тичера . . . ;
15
Образование первичной полоски
18
Начало сегментации
20
10—12 пар первичных сегментов
22
16—19 пар первичных сегментов
24
5 мм длины
27
7,5 » » ;
33
ю » » :
38
13 » » . . .
45
40 » »
70
Для более поздних стадий можно руководствоваться правилом Гаазе,
согласно которому общая длина 3-, 4- и 5-месячного эмбриона соответствует
квадрату числа месяцев, а длина более поздних эмбрионов 5-кратному
количеству месяцев (табл. 16). Средняя длина новорожденного, согласно
новейшим измерениям, равна 51,36 см, вес 3000—3500 г (в среднем девочки 3200 а,
мальчики 3400 г).
Таблица 16
ОПРЕДЕЛЕНИЕ ВОЗРАСТА ПОЗДНИХ ЭМБРИОНОВ ЧЕЛОВЕКА
Длина
эмбриона от
темени до пятки,
см
Возраст
Длина
эмбриона от
темени до
пятки, см
■х
Возраст
9
Конец 3-го месяца
35
Конец 7-го месяца
16
» 4-го »
40
» 8-го %
25
» 5-го »
45
» 9-го ь
30
» 6-го / »
50
» 10-го ъ
37 б. Ромейс

fc78
Глава XXXVIII
2470. Заливать эмбрионы лучше в парафин через
метилбензоат—целлоидин и бензол (см. 392).
2471. Для окрашивания серийных срезов с эмбриологическими целями
рекомендуется обычная окраска гемалаун—эритрозином (см. 651 и 659).
Вместо простого раствора эритрозина можно также подкрашивать смесью
оранжевого—эритрозина (см. 726). Несколько более устойчива окраска
железным гематоксилином (см.. 672) с последующей контрастной докраской
водным раствором оранжевого—светового зеленого и т. п., или же
спиртовым раствором хромотропа или бензо-световым бордо (см. 676). Хорошие
результаты дает, кроме того, окраска кармином (например, квасцовым
кармином) и дополнительная окраска индиго-кармином (см. 714), лионским
синим (см. 719) или световым зеленым (см. 665).
2472. Для окраски более ранних эмбрионов, которых фиксируют и
режут вместе со слизистой оболочкой матки, Мёллендорф (1921а) рекомендует
следующий метод, который в зоне трофобласта резко выделяет окрашенные
в синий цвет гигантские клетки от тёмнокрасного фибрина, а также дает
возможность различить два типа ядер, синего и красного цвета. Фиксация в
формалине, затем дополнительная фиксация в концентрированном водном
растворе сулемы. Заливка в парафин. О к р а с к а: а) гематоксилин по Ганзену,
10 мин. (немного перекрасить!); б) основательная промывка в воде; в) эозин
воднор&створимый желтоватый 0,01 н. 100 см3 с 1 каплей ледяной уксусной
кислоты, 5 мин.; г) 2-процентная фосфорномолибденовая кислота, 10 сек.;
д) изаминовый сини* 0,002 н., 5 мин.; е) 96-градусный и абсолютный спирт,
ксилол, бальзам.
2473. После соответствующей фиксации превосходные .результаты дают
окраска азур—эозином (см. 1396), паноптическая окраска по Паппенгейму
(см. 1403) или окраска по Доминичи (см. 726). Ксожалению, эти окраски по
своей стойкости значительно уступают приведенным выше (см. 2471); поэтому
их можно рекомендовать лишь для специальных целей.
2474. При изучении стадий оплодотворения часто получают, хорошие
результаты при двойной окраске борным или квасцовым кармином (тотально)
с гемалауном (на срезах). Объекты, фиксированные в жидкости Флемминга,
окрашивают сафранином, железным гематоксилином или фуксинсернистой
кислотой (см. 1234).

ДОПОЛНЕНИЕ
2475. Аппарат, названный аутотехникон, дает возможность автоматически*
производить всю процедуру, от фиксации до заливки в парафин или
целлоидин. Кусочки ткани помещают после изолирования в маленькие коробочки,
которые поступают в большой приемник, где они автоматически проводятся
через различные жидкости. Срок пребывания в любой жидкости
устанавливается по желанию нарезками в сменном диске, показывающем время. Таким:
образом, аппарат можно приспособить к различным методам. В случае
необходимости можно также включить декальцинацию препарата.. Приемник
с препаратами поддерживается ротором в непрерывном движении, вследствие
чего достигается равномерное и быстрое пропитывание, отдельными
жидкостями. Обычные препараты этим способом доводятся до заливки в парафин
в течение 16—24 час. Таким же образом в этом аппарате можно
производить автоматически и окраску (например, окраска гемалаун—эозином до
заключения осуществляется в течение 1 часа). Этот аппарат особенно
целесообразно иметь для выполнения ежедневных исследований в институтах
патологии.
2476. Новый метод декальцинации гистологических препаратов Ричмена,
Гельфанда и Хилла (1946). Принцип этого метода основан на том, что через
костную ткань и декальцинирующую жидкость пропускают во времй
декальцинации электрический ток. Благодаря электролизу происходит более
быстрый перенос ионов Ca из кости и процесс декальцинации в электрическом
поле сильно ускоряется. Вследствие этого длительность действия кислоты
сокращается и повреждение ткани кислотой сводится к минимуму.
В качестве лучшей жидкости для декальцинирования авторы
рекомендуют смесь: 100 см8 муравьиной кислоты, 80 см3 соляной кислоты,
дестиллированной воды до 1 л. Декальцинирующую жидкость, которая одновременно
действует как фиксатор, наливают в стеклянный сосуд, в котором на
противоположных концах подвешивают приводящий и отводящий
(отрицательный) электроды. Электроды должны быть сделаны из платиновой проволоки,
угля или вольфрамовой проволоки; электроды из железа, меди или латуни
непригодны. Положительный электрод проходит в фарфоровое или
изготовленное из искусственной смолы и снабженное крышечкой сито, сходное
с ситами для промывки в воде (см. рис. 1), и приводится в контакт с лежащими
здесь кусочками кости. Кусочек т^кани, подлежащий декальцинации,
помещают сразу после извлечения из тела, без предварительной фиксации, в
декальцинирующую яшдкость, подогретую до 30—45° (не быше!). В качестве
источника тока можно использовать 6-вольтовый аккумулятор или же ток
осветительной сети после включения соответствующего сопротивления.
Декальцинация обычно ^заканчивается через 2—6 час. и ее не следует
затягивать на больший срок, чем это необходимо. Кусочки -ткани после этого
переносят без промывки прямо в анилин, который несколько раз сменяют.
После полного пропитывания анилином перекладывают непосредственно
37*

580
Дополнение
в парафин и заливают. Перед окраской срезы помещают на короткий срок
(для нейтрализации остатков кислоты) в 1-процентный водный раствор
углекислого лития..
2477. Для выявления клеток А и В островков Лангерганса
поджелудочной железы, вместо не вполне надежных методов Лэйна (см. 2227) или Бенсли
(см. 2229), рекомендуется простой способ, предложенный Гроберти (1947).
Фиксация в жидкости Буэна 1 день. Заливка в парафин. Окраска:
а) срезы из воды помещают на 2 дня в смесь Манна из метилового синего
с эозином (см. 728); б) дифференцируют в разбавленном растворе оранжевого
G на 70-градусном спирте (приблизительно 0,01—0,02 а оранжевого G
8 100 см3 70-градусного спирта); в) быстро обезвоживают в абсолютном спирте;
ксилол; бальзам. Результат: клетки А интенсивно красные; клетки В
светлые сине-серые.
\

ПРИЛОЖЕНИЯ 1-Х

tlö КАРНУА
(см. 226)
Срок 2-т-З часа
I
П ромывка .
в 96-градусном или .
абсолютном спирте, 6—12 час.
Об езвоживание
(см. 364—374)
1. Фиксаций Л;.последующая обработка1
(общие сведения см. 187—212)
по БУЭНУ
(см. 305)
Срок 6—12 час.
ФОРМАЛИН 1 : 4
(см. Ш, 265)
Срок 24 часа
„ I
Промывка
в 96-градусном спирте,
12—24 часа
Обезвоживание
96-градусный спирт,_.12 час.
Абсолютный спирт, 6—12 час. Абсолютный спирт, 12—24 часа
(1—2 раза сменить; (1—2 раза сменить;
см. 369) см.
Промывка
в 70-градусном спирте,
24—48 час. (многократно
сменять)
Обезвоживание
80-градусный спирт, 24 часа
96-градусный спирт, 12 час.
Абсолютный спирт, 12—24 часа
(1—2 раза сменить;
йо гщшй
(см. 337)
Срок 5—6 час.
„ I
Промывка
в обычной воде, 24 часа
(см. 360—361)
О беввоживание
50-градусный спирт, 5—10 час.
70-градусный спирт, 5—10 час.
80-градусный спирт, 24 часа
Удаление сулемы
путем'прибавления иода
(см. 242 и 243)
80-градусный спирт без иода, 24 часа
96-градусный спирт, 12 час.
Абсолютный спирт,-12—24 часа
(1—2 раза сменить; см.
I) Нижеследующие сроки даны для кусочков органов площадью 1 еж* и:?оЭицинрй 3—5 мм.

ПАРАФИНОВЫЙ МЕТОД
Удаление спирта и
пропитывание промежуточной
жидкостью
(см. 301—396)
Метилбвнзоат 1, 3—5 час.
Метилбензоат II, 3—5 час.
Метилбвнзоат
II, 12—24 часа
Бензол I, 15 мин.
(см. 400—402)
Бензол II, 15 мин.
Бензол—парафин, 15—30 мин.
Пропитываниепарафином
в термостате, 4—24 часа
(см. 418, 419, 423)
Заливка в парафин
(см. 432, 433, 435)
II. Заливка1
(общие сведения см. 388 и 399)
ЦЕЛЛОИДИНОВЫЙ МЕТОД
(см. 443)
Пропитывание спирт—эфи р о м,
4—5 час.
(см. 450)
Пропитывание целлоидином
(см. 450)
2-процентный раствор целлоидина,
3—6 дней
4-процентный раствор целлоидина,
3—6 дней
8-процентный раствор целлоидина,
1—3 дня
Заливка в целлоидин
Поместить в эксикатор над H2S04
и медленно сгущать, 1—2 дня
Уплотнение в парах спирта
(70-градусный), 24 часа
Блок положить в 70-градусный спирт
1 Нижеследующие сроки даны- для кусочков органов площадью 1 до* н толщиной 3-5
ЖЕЛАТИНОВЫЙ МЕТОД
(см. 389, 467)
Фиксация (например, в формалине)
(см. 264)
s Промывка в воде, 24 часа
Пропитывание в желатине
при 37°
(см. 469)
Жидкий (12,5-процентный) раствор,
6—24 часа
Густой (25-процентный) раствор,
6—24 часа
Заливка в желатину
Уплотнение в формалине 1:4
(или прямо резать на замораживающем
микротоме; см. 512—519)

ФИКСАЦИЯ
Промывка
Обезвоживание
Пропитывание
Заливка
III. Сокращенная обработка и заливка в парафин через диоксан
(см. 353—357)1
ЖИДКОСТЬ БУЭНА
ФОРМАЛИН
(см. 469)
Диоксан, 12 час.
Диоксан (3 порции), 24 часа
(см. 305)
70-градусный, спирт или диоксан,
12—24. часа
Диоксан, 24 часа
Диоксан—парафин, 1—2 часа
Парафин, 4—6 час.
Парафин
(см. 432, 433)
жидкость гвлли
(см, 337)
Вода, 24 часа
Диоксан, 24 часа
V в термостате при 58°
i Н ижеследующие сроки даны для кусочков органов площадью 1 см* и толщиной 3—5 мм.

IV. Средние сроки обезвоживания, пропитывания и заливки в парафин
для.объектов различной величины
Среда
Длина сторон кусочка, мм
1
1-3
3-5
5-10
Свыше 10
Абсолютный
спирт .....
2—4 часа
12 час.
12—24 часа
24 часа
24 часа
Метилбвнзоат . .
4—6 час.
12—24 часа
12—24 »
24 »
Несколько
дней
Бензол
15 мин.
15—30 мин.
30 мин.
30—60 мин.
1 час
Бензол—парафин
15 »
15-30
30 »
30 »
1 »
Парафин (56—58°)
30—60 мин.
2—4 часа
4—6 час.
12—24 часа
24 часа (в нет
которых
случаях 2—
3 дня)
V. Резка и окраска после заливки в парафин
Пример: окраска ядер и цитоплазмы (в наклеенном срезе)
Резка (см. ,508, 509)
I
Наклейка (см. 526, 527у 533, 535)
I
Сушка (см. 535, 536)
I
Растворение парафина в ксилоле, 2—5 мин. (см. 570, 579}
I
Перенос в абсолютный спирт, 3—5 мин.
I
Перенос в 80-градусный спирт, 2 мин.„
I •
Перенос в воду, 2 мин.
I
Окраска ядер в гемалауне, 4—6 мин. (см. 651, 655)
I
Промывка в обычной воде (сменять!), 10 мин.
I
Дополнительная окраска эозпном (0,1-процентный),
. 5—15 мин. (см. 659)
I
Промывка в воде, 1—5 мин.
I
Перенос в 80-градусный спирт, 2 мин.
I •
Перенос в абсолютный спирт, 3—5 мин.
I
Ксилол, 3—5 мин.
I
Заключение в цедакс (см. 823, 824, 825, 837, 839)

VI. Резка и окраска после заливки в целлоидин
(Пример: окраска ядер и цитоплазмы ненаклеенного среза)
Резка (см. 508, 510)
I
Срезы собирать в 70-градусный спирт (см. 555, 584)
I
Перенос в воду, 2 мин.
I
Окраска ядер в гемалауне, 4—6 мин. (см. 651, 655)
I
Промывка в обычной воде (сменять!), 10 мин.
Дополнительная окраска эозином (0,1-процентный), 3—5 мин.
(см: 659, 660)
' I.
Промывка в воде, 1—5 мин.
I
Перенос в. 80-градусный спирт, 2 мнн.
I
Перенос в 96-градусный спирт, 2 мин.
I
Карбол-ксилол, 3—5 мин.
I
Ксилол, 2—3 мин.
I
Заключение в цедакс (см. 823, 824, 831, 832, 833, 837)
VII. Окраска замороженного среза
(Пример: окраска ядер и жира)
Фиксация в формалине 1:4, 24 часа (см. 263, 264, 265)
\
Промывка в воде, 5—15 мин.
I
Резка на замораживающем микротоме (см. 512—514)
I
т Срезы собирать в воду (см. 516)
I
Перенос в 50-градусный спирт, 1 мин.
I
Окраска жира Суданом, 15—30 мин. (см. 1044, 1045)
I
Перенос в 50-градусный спирт, 15—30 сек.
I
Перенос в воду, 1 мин.
I
Окраска ядер в гемалауне, 5—10 мин. (см. 651, 655)
| I
Промывка в воде, 10 мин.
I
Заключение в глицерин (см. 802—804)
I
Окантовка (см. 814—816, 819 и 820)

588'
VIII. Сопоставление некоторых хороших легкоосуществимых методов
Объект
Фиксация
Окраска
Для обзорных картин
Формалином 1:4 (см. 264)
По Гелли (см. 337)
По Буэну (см. 305)
По Гейденгайну («суза», см.
344)
По Штиве (см. 333)
Гемалаун^эозином (см. 651,
655, 659, 660)
Нафтазарин—азофлоксином
(см. 740)
Железным гематоксилином по
Вейгерту (см. 677)
Пикриновой кислотой с тиа-
зиновым красным (см. 710)
Ядро (хроматин)
По Карнуа (см. 126)
"СулемЪй с ледяной уксусной
кислотой (см. 331)
По Буэну (см. 305)
По Аллену (см. 310)
Гемалауном (см. 651)
Железный гематоксилином
(см. 672, 673, 676)
Галлоцианином (см. 734)
Галламиновым синим (см. 736)
Нафтазарином (см. 738)
Митохондрии
По Рего (см. 976)
По Шампи (см. 972)
Железным гематоксилином
(см. 968 или 988)
По Куллю (см. 994)
Жир
Формалином 1:4 (см. 264)
Суданом (см. 1045 или 1046)
с окраской ядер гемалауном
Гликоген
По Карнуа (см. 226)
По Жандру (см. 1093)
По Беоту заливка в
целлоидин (см. 1102)
По Бауэру (см. 1104)
Клетки крови
По Гелли (см. 337)
По Доминичи (см. 726)
По Паппенгейму (см. 1403)
Коллагеновая
соединительная ткань
По Гейденгайну («руза», см.
34$ \
Азаном (см. 1489)
Аргирофильная
соединительная ткань
Формалином (см. 264)
Й6 Гелли' (см. 337)
По Штиве (см. 333)
По Бильшовскому (см. 1525
и 1527)
Эластическая
соединительная ткань
Формалином (см. 264)
По Гелли (см. 337)
* По Штиве (см. 333)
Орсёином (см: 1556)
Резорцин—фуксином (см. 1560)
Костная ткань
Формалином 1:4 (см. 264)
Декальцинация азотной
кислотой (см. 1613, далее 1604—
1610), окраска по 1631 или
1626Г
Мышечная ткань
В «суза» (см. 344)
Железным гематоксилином
(см. 672)
Азаном (см. 1489)
По Гольднеру (см. 1498)
Нервная ткань; ганг-
лиозные клетки
(тигроидное вещество)
Формалином 1:4,1:8 (см. 264)
Спирт—формалином (см. 228)
Галлоцианином (см. 1749)
Мякотные оболочки
нервов,
Формалином 1: 4—8 (см. 264)
По. Вейгерт—Кульчицкому
(см. 1825)
Нейрофибриллы
Нейтральным формалином
(см. 257, 264)'
По Бильшовскому (см. 1786—
1792)
По Шультце (см. 1808)

IX. Таблица разведения спиртов
(по Гей-Люссаку)
Крепость разводимого спирта
разведенного
спирта
.95°
90°
. 85е
8 0°
_75l°
70°
65°
60°
55е
50е
45е
40е
35°
90°
6,41
-
•
85°
13,33
6,56
80°
20,95
13,79
6,83
75°
1 29,52
21,89
14,48
7,20
.70°
39,18
317Ö5
23,14
15,35
7,64
65°
50,22
41,53
33,03
24,66
16,37
8,15
60°
63,00
53,65
44,48
35,44
26,47
17,58
8,76
. 55°
77,99
67,87
57,90
48,07
38,32
28,63
19,02 ,
9,47
-
50°
95,89
84,71
73,90
63,04
52,43
41,73
31,25
20,47
10,35
АЬ°
117,57
105,34
93,30
81,38
69,54
57,78
46,09
34,46
22,90
11,41
40°
144,46
130,80
117,34
104,01
90,76
77,58
64,48
51,43
38,46
25,55
11,7
35°
178,71
163,28
148,01
132,88
117,82
102,84.
87,93
73,08
58,31
43,59
27,6
14,4
30°
...224 v08.
206,22
188,57
171,1
153,61
136,04
118,94
101,71
84,54
67,45
. 50,6
33,4
17,8
i
1
Пример. Имеется 90-градусный спирт, желательно же получить 70-градусный: находят вертикальный ряд 90-градусного спирта и прослеживают его
КНИ8У до горизонтального ряда 2.0-градусного спирта; здесь на месте пересечения находят число 31,05 (в таблице оно отмечено двумя черточками);
следовательно, для получения 70-градусного спирта к 100 см* 90-градусиого нужно прибавить 31,05 см* воды.

'590
X. Обзорная таблица некоторых наи
Фиксаторы по
Особенно пригоден
для фиксации
Спирт
Хлороформ'
1-процентная
хромовая
кислота
Ледяная
уксусная кислота.
Формалин
"Я
• 11"
Аллену (310)
О, ядер
—
—
1,5 г
5 см*
25 см*
—
Альтману (974)
Митохондриев, жира
—
—
—
—
—
5 см*

(5-процентный)
Аояма (1023)
Вещества Гольджи .
—;
—
—
15 см*
Бенда (970)
Митохондриев,, жира
—
—
15 см*
2—3
капли
—
.—
Блюм-Сьёбрин-
гу (264)
Буэну (305)
Карнуа (226)
О, жира, липоидов
мозга, нервов . .
0, ядер, цитоплазмы
Ядер, гликогена . .
~~ 6 см*

(абсолютный)
3 см*
—
1 см*
1 см*
10 см*
5 см*
—
Шампи (972)
Митохондриев . . .
—
7 см*
—
—
7 см*

(3-процентный)
Чиаччио (1082)
Флеммингу
(290)
Жильсону
(340)
Гельду (240)
Липоидов
Ядер, цитоплазмы^
жира
0, ядер
0, ядер,
цитоплазмы фибриллярных
структур
100 см*

(60-градусный)
✓
15 см*
5 см*
1 см3
4 см*
10 см*
20 см*
5 см*
Щсм*

(5-процентный)
35 см*
(3—5
процентный)
Гелли (337)
0, крови
5 см*
Гейденгайну
(345)
(344)
0, фибриллярных
структур
—
—
—
1 см*
4 см*
20 см*
—
Лангу (331)-
Фибриллярных
структур ядер,
цитоплазмы ....
—
5—
10 см*
—
—

591
более употребительных фиксаторов
Жидкость1
Мюллера
Сульфат
натрия
2-процентная
осмиевая
кислота
Пикриновая
кислота,
насыщенный водный 4
раствор
Хлористая
платина
Аэотная
кислота
Сулема,
насыщенный водный
раствор•
Трихлоруксус-
ная кислота
Дёстилдирован-
ная вода
Примечание
—
—
—
75 см*^
—
—
—
—
+2 8 моче-
. вины
—
—
5 см*
—
—
' —
—
—
—
—
—
—
—
—
—
• —
—
85 см9
+1 г"
хлористого
кадмия
—
—
4 см*
—
—
—
—
—
—
—
—
40 см*
—
—
—
—
15 си3
—
—
—
—
—
—
—
—
—
—
—
—
(
4 см*
Для ве-
1 щества
Гольджи,
после этого
осм про
ванне (см.
1009)
—
—
—
—
—
4 см*
—
—
15 см*
{уд. вес
1,456)
20 г
—
880 см*
—
—
—
—
—
—
—
20 см*
—
—
Сулему
можно не
прибавлять
100 см*
-
5 8
100 см*
4,5 г
2 а.
2 8
80 см9
Жидкость
Ценкера
(без
ледяной уксус-
^ной
кислоты) +
формалин
+0,5 г
поваренной
соли
1
!
100 см*

592
Фиксаторы по
Особенно пригоден
для фиксации
в
а
ч
X
«в s
К ä
о 2
III
»2
SS
s
&
e
2
Максимову
Майеру (313)
Мюллеру (244)
Орту (247)
Петрункеви-
чу (341)
Раблю (318)
Рего—Копщу
(976)
Ромсйсу (346)
Шафферу
(228, 2022)
Штиве (333)
Телезницкому
, (236)
Виттмааку
(2362)
Ценкеру (336)
Цитоплазмы, крови,
жира
О, митозов .....
Мозга, кости ....
Ö, крови
О, ядер, эмбрионов,
богатых желтком
Ядер, цитоплазмы. .
Митохондриев . . .
О, фибриллярных
структур
О, гранул клеток
крови, желез,
фибриллярных
структур
200 см9

(абсолютный)
20 см*

(80-градусный)
\j
О, :ядер, лимфоид-
ных органов . . .
О, рргана слуха . .
О, крови ._
10 ем*
2 г
90 см*
10 см*
20 см*
5 с*8
80 см*
(3-про-
центный)
4 см3
5 см*
5 см*
5 см*
10 см*
20 сл.»
10 см*
100 см*
(3-про-
| центный) |
85 см*
(5-про-
центный)
Примечан
ным веществам.
и е: $уква О обозначает,
что данный фиксатор особенно пригоден для приготовления

Продолжение
Жидкость
Мюллера
Сульфат
натрия
2-процентная
осмиевая
кислота
Пикриновая
кислота,
насыщенный водный
раствор
Хлористая
платина
Азотная
кислота
Сулема,
насыщенный водный
раствор
Трихлоруксус-
ная кислота

Дестиллированная вода
. Примечание
100 см*
90 см*
1 а
10 см*
0
100 см*
—
2 см*

(аптечная)
5 е
III 1
100 см*
Жидкость
Ценкера
(беэ
ледяной
уксусной
кислоты) +
формалин и
осмиевая
кислота
\ _
—
—
10 см*
10 см*
(уд. вес
1,466)
20 е
10 см*
—
300 см*
20 см*
—
25 см*
20 см*

(5-процентная)
+0,2 г
поваренной
соли при
желании
—
—
—
—
76 см*
—
100 см*.
—
100 см*
5 г
озорных препаратов (для целей преподавания и т. п.). Указания в граммах относятся к нерастворен-
38 б. Ромейс

~! . УСЛОВНЫЕ СОКРАЩЕНИЯ
НАЗВАНИЙ ЖУРНАЛОВ.
A. Anat. Physiol.— Archiv für Anatomie ;und Physiologie» Anatomische Abteilung.
A. d'Änat. Micr.—Archives d'Anatomie Microscopique.
As de Biol.— Archives !de Biologie.
A. Derm. Syph.—Archiv für Dermatologie und Syphilis;
A. Entw. Mech.—Archiv für Entwicklungs-Mechanik. * j
A. exp. Path. Pharm.*—Archiv für experimentelle Pathologie und Pharmakologie.!
A. exp. Zell f.—Archiv! für experimentelle Zellforschung, besonders Gewebezüchtung.
A. Gynaek.—Archiv für Gynaekologie.
A. ital. Biol.—Archives „italiennes de Biologie. .
А. т. A.—Archiv für mikroskopische Anatomie. ;
А. т. А. u. fintw. M:— Archiv für mikroskopische Anatomie und Entwicklungsmechanik.
A. of Path.4-Ar*chives. of Pathology. : : 1
A. Ophth.—Archiv für Ophthalmologie.
A. Zell f.—Archiv für Zellforsohung.
Abh. a. d. Geb. exp. ЩШ.—Abhandlungen aus dem1 Gebiet der experimentellen Biologie.
Amer. Journ1. Ariit.—American Journal of Anatomy.
Amer. Journ, Physiol.4—American Journal of Physiology. ,
An. An.—Anatomischer Anzeiger.
Anat. ^.^Anatomische Hefte. ...
Anat. Нес.—Anatomical Record. . .
Ber. d. d. bot. Ges.—Berichte de> deutschen botanischen" Gesellschaft.
Ber. Ges. Morph. Phys\ Münch.—Berichte pler Gesellschaft für Morphologie und Physiologie
in München. j
Berl. klin. Woch.—Berliner Klinische Wochenschrift.
Bibl. алаг.-rBibliogräphie anatomique. -
Bioch. Z.— Biochemische Zeitschrift.
Bioi: 2&/.—Biologisches Zentrailblatt. !
Bull. Hist, dppl.—Bulletin d'Histologie appliquee et de technique microscopic.
С. R. Acad.\ Sc~— Comptes rendus de l'Academie dies Sciences.
C. R. Ass. Anat. —Comptes rendus de Г Association anatomique. ;
C. R. Soc. Biol.— Comptes,rendus de la Societe de' Biologie. \
D. A. klin. Wed.—Deutsches Archiv für klinische Medizin.
D. med. W\och.—Deutsche medizinische IWochenschrift.;
Derm. Woch:.—Dermatologische , Wochenschrift. . «
Enz. mikr. Techno—Enzyklopädie der mikroskopischen Technik.
Erg. Anat. Entw.—Ergebnisse £er Anatomie und Entwicklungsgeschichte.
Erg. Biol. —Ergebnisse^ der Biolpgie.
Erg. Path.— Ergebnisse der allgemeinenJPathologie und pathologischen Anatomie des
Menschen una der Tiere.
Fol. anat. jap.—Folia anatomica japonica.
Fol. haem.—Fölia haematologica.
Fol. neur.—Folia neurologica.
Frankf. Z. Path.—Frankfurter Zeitschrift für Pathologie.
Jen. Z. JVat.—Jenaer Zeitschrift für Naturwissenschaften.
Int. Mon. Anat. Phys.—Internationale Monatsschrift für Anatomie und Physiologie.
Journ. anat. phys.—Journal de Г Anatomie et de la Physiologie.
Journ. exp. Med.—Journal of experimental Medicine.
Journ. Path.'.Bact.—Journal of Pathology and Bacteriology.
Klin. Woch.r— Klinische Wochenschrift.
Mon. prakt Derm.—Monatsschrift für praktische Dermatologie.
Mon.r-zooi. ital:—Monitore zoologico italiano. .........
Münch, med. Woch.—Münchner medizinische Wochenschrift.
Ndiürw.^-Die Naturwissenschaften.

Условные сокращения названий журналов
595
Neur. Zbl.—Neurologisches Zentralblatt.
Pflüg. Л.—Pflügers Archiv für die gesamte Physiologie.
Prot.—Protoplasma.
Roux A.—Wilhelm Roux' Archiv für Entwicklungsmechanik der Organismen.
Stain techn.—Stain technology.
Techn. Assist.—Die technische Assistehtin. x "
Verh. Anat. Ges.—Verhandlungen der anatomischen Gesellschaft.
Verh. D. path. Ges.—Verhandlungen.jier deutschen^pathologischen Gesellschaft.
Verh. Phys.-med. G. Würzb.— Verhandlungen der physikalisch-medizinischen Gesellschaf 1
in Würzburg.
Virch. A,—Virchows Archiv für pathologische Anatomie, Physiologie und klinische Medizin.
Wien. klin. W.—Wiener klinische Wochenschrift.
Z. allg. Phys.— Zeitschrift für allgemeine Physiologie.
Z. Anat. u. Entw. g.—Zeitschrift für Anatomie und Entwicklungsgeschichte.
Z. ang. An. u. Kon.— Zeitschrift für angewandte Anatomie und Konstitutionslehre.
Z. Biol.—Zeitschrift für Biologie.
Z. ges. exp. Med.— Zeitschrift für die gesamte experimentelle Medizin.
Z. Hals- usw. Heilk.—Zeitschrift für Hals-, Nasen- und Ohrenheilkunde.>
Z. Morph. Anthr.— Zeitschrift für Morphologie und Anthropologie.
Z. ges. Neur.—Zeitschrift für die gesamte Neurologie und Psychiatrie. •
Z. indukt. Abstam.— Zeitschrift für induktive Abstammungslehre.
Z. Konstitut.—Zeitschrift für Konstitutionslehre.
Z. mikr.-anat. F.—Zeitschrift für mikroskopisch-anatomische Forschung.
Z. Natur f. -^-Zeitschrift für Naturforschung.
Z. phys. Chem.—Zeitschrift für physiologische Chemie.
Z. vergL Physiol.—Zeitschrift für vergleichende Physiologie.
Z. w. M.— Zeitschrift für wissenschaftliche Mikroskopie und für mikroskopische Technik.
Z. Zell f.— Zeitschrift für Zellforschung und mikroskopische Anatomie.
Z. Zell. Gew. /.—Zeitschrift für Zellen- und Gewebelehre..
Z. w. Zool.—Zeitschrift für wissenschaftliche Zoologie.
Zbl. Path.—Zentralblatt für allgemeine Pathologie und pathologische Anatomie.
Zbl. Phys.— Zentralblatt für Physiologie.
Ziegl. B.—Zieglers Beiträge zur allgemeinen Pathologie und pathologischen Anatomie.
Zool. An.— Zoologischer Anzeiger.
38*

ЛИТЕРАТУРА
Abbe Е., 1904. Gesammelte Abhandlungen, G. Fischer, Jena.
Abbe E., 1878. Ueber Blutkörper-Zähluhg, Sitzungsber. d. Jen. Ges. f. Med. u. Nßturw.
Абрикосов А. И., 1924. Ueber die von Dr. Kraus angegebene Untersuchungsmethode
des Schilddrüsenkolloids. Virch. A., 249, 243—245.
Achard G., Aynaud M., 1906. Sur le röle du chlorure de sodium dans l'impregna-
tion hist, par Targent, С. R. Acad. Sc. Paris.
Achard G., Aynaud M., 1906. Sur 1'impregnation histologique par lesprecipites
colores, C. R. Acad. Sc. Paris, 61, 74.
Achucarro N., 1911. Nuevo metodo para el e studio de la neuroglia у del tejido con-
juntivo, Bol. Soc. Espan. Biol. Madrid, 1, 139—141.
Adams A. E., 1928. Paraffin sections of tissue supravitaly stained, Science, 68,
203—304.
Adrion W., 1922. Verbesserte Methode der Gelatineeinbettung für Gefrierschnitte,
Zbl. Path., 33, 201—204.
A g d u h r E., 1917. Ueber Stückfärbung mit Bielschowskys Silberimprägnationsmethode,
Einige Modifikationen, Z. w. M., 34, l-r,99.
Agduhr E., 1922. Ueber ein zentrales Sinnesorgan bei den Vertebra ten, Z. /. Anat.
u. Entw^ g., 66, 223—360.
Agduhr E., 1930. Einige Beiträge zur Ag.-Technik der Stückimprägnierung der
Nerven, An. An., 69, 363—376.
Akkeringa L. J., 1930. Die Lage der Neurofibrillen am peripheren Ende der
Nervenbahn, Z. mikr.-anat. F., 19, 183—270.
A Ibach W., 1927. Ueber vitale Kern- und Protoplasmafärbung pflanzlicher Zellen,
Z. w. M., 44, 333.
Alexander G., 1905. Die Anatomie der Taubstummheit, Wiesbaden.
Alexanderson В., Clausen A., 1933. Beschreibung eines einfachen, Borns
Plattenmodelliermethode komplettierenden Apparates bei Untersuchung graziler
Organe, Z. w. M., 50, 103—108.
Александров В. Я., 1933. Ueber die Bedeutung der oxydo-reduktiven
Bedingungen für die vitale Färbung, mit besonderer Berücksichtigung der Kernfärbung in
lebendigen Zellen, Prot., 17, 161—217.
А 1 f i e r i, 1897. Un nuovo metodo per la depigmentazione dei tessuti, Mon. zool. ital.,%.
Allara Ё., 1937. Sur la microincineration d'organes riches en substances lipoides par
la methode de Schultz-Brauns, С. R. Soc. Biol. Paris, 126, 1136.
Allen, E., 1916. Studies on cell division in the albino rat. 2. Experiments on technic,
with description of a method for demonstrating the cytological details of dividing
cells in brain and testis, Anat. Ree, 10, 564—585.
Allen E., 1919. A technic which preserves the normal cytological conditions in both
germinal and interstitial tissue in the testis of the albino rat, Anat. Ree, 16, 25—35.
Allen E., 1922. The oestrous cycle in the mouse, Amer,. Journ. Anat., 30, 297—371.
Altmann R., 1879. Ueber die Verwertbarkeit der Korrosion in der mikroskopischen
I Anatomie, А. т. А., 16, 471—507.
Altmann R., 1892. Ein Beitrag zur Granulalehre, Verh. Anat. Ges., 6, 220—223.
Altmann R., 1894. Die Elementarorganismen und ihre Beziehungen zu den Zellen,
2 Aufl., Leipzig.
Alzheimer, 1910. Beiträge zur Kenntnis aer pathologischen Glia und ihrer
Beziehungen zu den Abbauprodukten im Nervengewebe, Histolog. u. histopatholog. Arbeiten,
herausgeg. von Nißl. u. Alzheimer, 3, Heft 3.
Am ann J., 1896. Konservierungsflüssigkeiten.und Einschlußmedien für Moose, Chloro-
und Cyanophydeen, Z. w. М.,ЛЪ, 18—21.
Ambronn H., 1890. Das optische Verhalten markhaltiger und markloser
Nervenfasern, Ber. math. phys. Klasse der kgl. sachs. Ges. d. Wiss.
Ambronn H., 1892. Anleitung zur Benutzung der Polarisations-Mikroskops bei
histologischen Untersuchungen, Leipzig.

Литература
597
AmbronnH., Held, 1896. Beiträge zur Kenntnis des Nervenmarkes, I, A. Anat.
. Physiol., Anat. Abt., 202—213.
Аничков H. H., 1910a. Ueber eine einfachste Methode zur Anfertigung von Celloidin-
schnittserien, Z. w. M., 27, 67—70.
А ни ч к о в Н. Н., 1910b. Ueber die Methoden zur Aufklebung von Gefrierschnitten usw,
Z. w. M., 27.
Аничков H. H., 1923. Ueber Quellungs- und Schrumpfungserscheinungen an Chon-
driosomen, A. m. A.t 97, 1—14.
Aoyama F., 1929. Eine Modifikation der CajaIschen Methode zur Darstellung des
Golgischen Binnennetzapparates, Z. w. M., 46, 489—491.
von Apathy S., 1887. Methode zur Verfertigung längerer Schnittserien mit Gelloidin,
Miti. Zool. Stat. Neapel., 7.
von Apathy S., 1888. Nachträge zur Celloidintechnik, Z. w. M., 5, 45—49.
von Apathy S., 1889. Mikrotechnische Mitteilungen, Z. w. M., 6, 164—172.
von Apathy S., 1892. Erfahrungen in der Behandlung des Nervensystems für
histologische Zwecke, Z. w. M., 9.
von. Apathy S., 1896, 1901. Die Mikrotechnik der tierischen Morphologie, 1 Abt.,
Braunschweig; 2 Abt., Leipzig. l
von Apathy S., 1897. Ein neuer Messerhalter mit Nachtrag, Z. w. M., 14.
von Apäthy S., 1897a. Das leitende Element des Nervensystems, Mitt. zool. Stat.
Neapel,, 12.
von Apäthy S., 1898. Ueber die Bedeutung des Messerhalters in der Mikrotomie,
Ertesitö, 19.
von Apathy S., 1910. Vortrag auf dem Wiener physiologischen Kongreß über Fixier-
barkeit und Färbbarkeit als Zeichen der Veränderung des physiologischen Zustande«.
von Apäthy s., 1912. Neuere Beiträge zur Schneide technik, Z. w. M., 29, 449—515.
von Ardenne M., 1939. Die Keilschnittmethode, ein Weg zur Herstellung von
Mikrotomschnitten mit als 10~3 mm Stärke für elektronenmikroskopische Zwecke, Z. w. M.,
56, 8—23.
von Ardenne M., 1940. Elektronenübermikroskopie, Physik, Technik, Ergebnisse,
Berlin.
A r i m a H., 1918. Ueber die paradoxe Speichelsekretion bei chronischer Atropinvergif-
tung, A. exp. Path. Pharm., 83, 1—116. #
Arndt H. J., 1924. Zum histologisch-färberischen Lipoidnachweis mit Chlorophyll,
Z. w. M., 41, 481—486.
Arndt H. J., 1925. Zur kombinierten Darstellung von Glykogen und Lipoiden, Zbl.
Path., 35, 545—549.
А г л d t W., 1937. Alkoholfragen in Naturkundemuseen, Museumskunde, N. F., 9, 61—106.
Arnold E., 1938. Vitalfärbungen am Säugetierei, Prot., 29, 321—339.
Arnold J., 1896. Zur Technik der Blutuntersuchung, Zbl. Path., 7.
Arnold J., 1911. Ueber feinere Strukturen und die Anordnungen des Glykogens im Magen
und Darmkanal, А. т. A., 77, 1911.
Arnold J., 1914. Ueber Plasmastrukturen und ihre funktionelle Bedeutung,. Jena.
Artom C., 1908. Ueber ein Verfahren, die beschälten Eier von Ascaris megalocephala,
mit jedem gewünschten Konservierungsmittel zu fixieren, Z. w. M.,2b, 3—7.
Aschoff L., 1892. Ueber den Aufbau der menschlichen Thromben und das Vorkommen
von Plätteben, Virch. A., 130.
Aschoff L., 1900. Ziegl. В., 47.
Aschoff L., 1913. Ein Beitrag zur Lehre von den Makrophagen. Verh. D. path. Ges., 16.
Aschoff L., Kivono, 1913. Zur Frage der großen Mononukleären, Fol. haem., 15.
A ß m a n n G., 1906. Ueber eine neue Methode der Blut- und Gewebsfärbung mit dem
eosinsauren Methylenblau, Münch, med. Woch.
Aurell G., 1938a. Kolophonium-Chininhydrochloridgemische als Einschlußmittel
für sehr dicke Schnitte zu mikroskopischen Zwecken, Z. w. M., 55, 256—273.
Aurell G., 1938b. Studien über den Bau und die Entwicklung der Schweißdrüsen derl
menschlichen Fußsohle, Z. mikr.-anat. F., 44, 56—73.
Aurell G., 1942. Ueber ein neues Einschlußmittel für sehr dicke mikroskopische Schnitte
nebst einer Untersuchung über die Brechzahl verschiedener fixierter Organe einiger'
Wirbeltiere, Z. w. M.% 58, 113—121.
A very G. Т., 1925. Notes on reproduction in Guinea Pigs, Journ. comp. Psychol., 5,
373—396.
Babes V,, 1887. Ueber Safraninlösung mit Anilinöl, Z. w. M., 4, 470.
В a b 1 i k Chr., 1936. Eine Schutzvorrichtung an Mikrotommessern, Z. w. M., 51, 250—251.
Bacsich P., 1932. Neuere Ergebnisse mit der Einbettung ohne absoluten Alkohol,
Z. w. M., 49, 92—98.
Bacsich P., 1937. A.simple Weigert technique on paraffin sections of С. N. S. material;
Journ. of Anat., 72, 163.
В seeker R., 1934: Die oxyphilen (Panethschen) Körnchenzellen im Darmepithel der'
Wirbeltiere, Erg. Anat. Entw., 31, 708—755..

598
Литература
В.аескег R., 1943.. Eine einfache histologische Färbemethode. Mikrokosmos, 36,
88—90.
B,a к e г »L.t 1936. Artificial media for the cultivation of fibroblasts. Science 83.
Baker L., C;arrel A., 1939. Artificial maintenance media for cell and organ
v,. cultivation, II, Journ. of exper. Med., 70.
В a 1 i n t, 1926. Gepuffertes Wasser für die Romanowsky-Giemsafärbung, Klin. Woch.,
5, 147.
Ballowitz E., 1888. Untersuchungen über die Struktur der Spermatozoon,
A.m. A.t32.
Ballowitz E., 1900. Ueber das Epithel der membrana elastica posterior der
Hornhaut, A. m. A., 56.
Ballowitz E., 1903 , 1910. Artikel «Embryologische Technik», Encykl. mikr. Techn.,
1 AufL, 1903; 2 Aufl., 1910.
Ballowitz E., 1913. Artikel «Sperma», Handwörterbuch der Naturwissenschaften,
... . 9, 251—280.
Ballowitz E., 1913a. Notiz über das Vorkommen alkoholbeständiger, karminroter
. und braunroter Farbstoffe in der Haut von Knochenfischen, Z. phys. Chem.t 86,
215—218.
Ballowitz E., 1913b. Ueber Erythrophoren besonderer Art in der Haut von
Knochenfischen, A. m. A., 82, 206—219.
Ballowitz E., 1914. Die chromatischen Organe, Melaniridosomen in der Haut der
Barsche, Z. w. Zool., HO, 1—35.
Ballowitz E., 1914a. Ueber die Pigmentströmung in den Farbstoff Zeilen, Pflüg. A.,
157, 165—210.
Bang J., Sjövall E., 1916. Studien über Chondriosomen unter normalen und
pathologischen Bedingungen, Ziegl. В., 62, 1—70.
Barfurth D., 1893. Die experimentelle Untersuchung über die Regeneration der Keim-
. Matter bei deд Amphibien, Anat. #., 1 Abt., H. 9 (3 Bd., H. 2).
Bargmann W., 1939. Schilddrüse, Epithelkörperchen, Langerhanssche Inseln, Handb.
mikr. Anat., her. v. Möllendorff., 6, 1—306.
В a r t а E., 1923a. Ueber eine leichte Methode der Gewebezüchtung, Z. w. M., 40,178—186.
Bar ta E., 1923b. Ueber die Ausschaltung des absoluten Alkohols bei der Einbettung,
Einbettung mittels Garbol-Älkohol, Z. w: M., 40, 142—147.
B;^ r t e 1 s P., 1909. Das Lymphgefäßsystem, G. Fischer, Jena.
В a t s о n E., 1920. De-electrification of paraffin ribbon by means of high frequency
current, Anat. Ree, 19, 237—238/
Bauer H., 1932. Die Feulgensche Nuklealfärbung in ihrer Anwendung auf cytologische
■ Untersuchungen, Z. Zell f., 15, 225—247.
Bauer H., 1933. Mikroskopisch-chemischer Nachweis von Glykogen und einigen anderen
Polysacchariden, Z. mikr.-anat. F., 33, 143—160.
Bauer R. F., 1932. Beobachtungen über das Wachstum von Nervengewebe in vitro,
Z. mikr.-anat. F., 28, 47—80.
Bauer K. F., 1936. Ueber das Verhalten von Kieselgurgranulomgewebe im Explan tat
und die Reaktionsweise embryonalen Gewebes in vitro nach Kieselgurzusatz, Z. mikr.-
anat. F., 40, 119—146.
Bauer K. F., 1941a. Ueber ein neues Pyridin-Gelloidin-Einbettungsverfahren, Z. w. M.t
t 58, 44—45.
Bauer K. F., 1941b. Ueber die morphologischen Zusammenhänge im Nervengewebe.
. . 2. Beitrag zur Kenntnis des Grundnetzes der menschlichen Großhirnrinde, A. Psy-
. chiatr., 114, 71—101.
В Ja u-Kien-Tsing, 1922. Mikro technische Bearbeitung von Knochenfischeiern,
*% Z. w. Af.,39, 165—168.
Belitz mann H., 1929. Experimentelle Untersuchungen über die Induktionsfähigkeit
von Chorda und Mesoderm bei Triton, A. Entw. Mech., 114, 177—225..
Bautzmann H., 1930. Eine einfache Methode der mechanischen Enthüllung .
,g junger Entwicklungsstadien von Anuren und Urodelen, welche für die weitere
. jmikro technische Behandlung Vorteile bietet. Z. w. M., 47, 468—470.
Beams H. W., 1930. Studies on the Vacuome and the Golgi apparatus in the acinar
cells of the pancreas of the rat, Anat. Ree, 45, 137—159; Ferner Langerhanssche
Inseln, там же, 46, 305—324; Spinalganglien, там же, 47, 309—344.
Becher Н., 1929. Ueber die Verwendung des Opakilluminators zu biologischen
Untersuchungen nebst Beobachtungen an den lebenden Chromatophoren der Fischhaut
im auffallenden Licht, Z. w. M., 46, 89—124.
Becher H., .1931. Eine einfache Methode zur Darstellung feiner Gefäße und
Kanälchen, Z. w. M., 48, 474—481.
Becher H., 1938. Histochemische Untersuchungen an den inkretorischen Organen mit
der Piasmaireaktion, An. An., 85, Erg. h. 38—47.
Becher H., Fischer E., 1933« Weitere Erfolge, mit der Methode der selbttätigen
Luftfüllung. Darstellung der Lymphgefäße, An. An., 76, 340—348.

Литература
59Ö
Becher S., 1921. Untersuchungen über Echtfärbung der Zellkerne mit künstlichen
Beizenfarbstoffen, Berlin.
•B-e с h e r S., 1925. Ueber Anisol als Immersionsmittel und über andere leicht
entfernbare und restlos verdunstende Immersionsflüssigkeiten, Z. w. M., 42, 16—31.
Becker J., 1926. Beitrag zur Deutung der Formalin Niederschläge, Z. w. M., 43, 393.
Becker W. A., 1936. Vitale Gytoplasma-und Kernfärbungen, Prot., 26, 439—487.
BehnsenG., 1927. Üeber die Farbstoffspeicherung im Zentralnervensystem der weißen
Maus in verschiedenen Alterszuständen, Z. Zell f., 4, 515—572.
В ö 1 a f K., 1924. Die Cytologie der Merospermie bei freilebenden Rhabditisarten, Z. Zell.
Gew. 1, 1—21.
Belaf K., 1927. Ueber die Naturtreue des fixierten Präparates, Z. indukt. Abstam.,
Suppl., 1, 401—407.
В ё 1 a f К., 1928. Die Technik der descriptiven Cytologie, Method, wiss. Biol., her. v.
Peterfi, 1, 638—735. •
В ё 1 a f К., 1929. Beiträge zur Kausalanalyse der Ami tose, II, R. A. Entw. Mech., 118.
359—484.
В en d а С, 1901. Die Mitochondriafärbung und andere Methoden zur Untersuchung der
Zellsubstanzen, Verh. Anat. Ges.
В end а С, 1903. Die Mitochondrien, Erg. Anat. Ent., 12, 743—781. : '
В end a C, 1903. Markscheidenfärbung im Gefrierschnitt, Ber. Klin. Woch.
В e n d a C, 1912. Markscheidenfärbung im Gefrierschnitt, Verh. D. path. Ges., 467. ,
Bendien W. M., Gans A., 1927. Der Säuregrad des Formalins, in dem Gehirri-
fixiert worden ist, Z. w. M., 44, 309-^-312.
В en eke, 1893. Ueber eine Modifikation der Weigertschen Fibrinfärbung, Zbl. Path., 4,
Ergänzungsh.
Bengtsson G., Melin K. A., Petren Т., 1939. Beiträge zur Methodik
bei quantitativ-anatomischen Untersuchungen der Nebennieren, Gegehb. Jahrb,,
83, 277—286.
Sennhold H., 1922a. Ueber die Ausscheidung intravenös einverleibter Farbstoffe bei
Amyloidkranken, Verhdl. .34 Kongr. d. D. Gesellschaft f. innere Medizin, Wiesbaden.
Sennhold H., 1922b. Eine spezifische Amyloidfärbung mit Kongorot, Münch, med.
Woch., 1537.
Senninghof f A., 1926. Ueber die Formenreihe der glatten Muskulatur und die
Bedeutung der Rougetschen Zellen an den Kapillaren, Z. Zell f., 4, 125—170,
8 enninghoff A., 1927. Ueber die Beziehungen zwischen elastischen Gerüst und
flatter Muskulatur in der Arterienwand und ihre funktionelle Bedeutung, Z. Zell f.,
, 348.
6 e n о i t W., 1932. Ueber die histologischen Färbemethoden der Hypophyse und der
Zirbel, Handb. d. biol. Arbeitsmeth., her. v. Abderhalden, Abt., 8, Teil I/.II,
1557—1586.
В e n s 1 e у R. R.v 1912. Studies on the pancreas of the guinea pig, Amer. Journ. Anat.,
12, 297—388.
В ens ley R. R., Gersh I., 1933. Studies on cell structure by freezingdrying Method.
II. The nature of the mitochondria in the hepatic cell of Amblystoma, Anat. Ree.
57, 217—237.
Berblinger W., Burgdorf, 1935. Neue Färbemethode zur Darstellung der
Gewebebestandteile der Hypophyse des Menschen, EndokrinoL, 15, 381—388.
Berg W., 1903. Beiträge zur Theorie der Fixation mit besonderer Berücksichtigung des
Zellkerns und seiner Eiweißkörper, А. т. A., 62.
Berg W. , 1907. Die Veränderungen des Volumens und Gewichtes des Gewebes bei der
histologischen Fixation, dem Auswässern, der Härtung und der Paraffineinbettung,
An. An. ,31, 252—267.
Berg W., 1908. Die Fehlergröße bei den histologischen Methoden, Berlin.
Berg W., 1912. Ueber spezifische, in den Leberzellen nach Eiweißfütterung auftretende
Gebilde, An. An., 42, 251—262.
Berg W.# 1920. Ueber funktionelle Leberstrukturen, А. т. A., 94, 518т-567.
Berg W., 1921. Ueber eine Modifikation der Silberimpragnation des Bindegewebes nach
Bielschowsky—Maresch, Z. w. M., 38, 340—341.
Berg W., 1922a. Ueber funktionelle Leberzellstrukturen 2, ASm. A.,- 96, 76.
Berg W., 1922b. Ueber Anwendung, der Ninhydrinreaktion auf mikroskopische
Präparate zum Nachweis niederer Eiweißkörper, Pflüg. A.f 195, 543—554.
Berg W., 1923. Ueber histochemische Eiweißreaktionen an körperlichen Elementen des
Blutes, Pflug. A„ 199, 656—659.
Berg W., 1927. Was haben die chemischen Methoden einerseits, die mikroskopischen
Methoden andererseits bei der Beantwortung der Frage nach der Eiweißspeicherung
in der Leber geleistet? Z. mikr.-anat. F., 12, 1—15.
Berg W., Falk V., 1924. Mikroskopische Untersuchungen über den Zusammenhang
von Eiweißabbau und Fettgehalt in den quergestreiften Muskelfasern des Frosches
im Winter, Z. mikr.-anat. F., 1, 297—309.

600
Литература
Berge В. S. ten, 1925. Ein neuer Gefriertisch., Z. w. M., 42, 157—163.
B,e r n a u*e г, цит. no John, 1937, 418.
В ern er О., 1910. Firma R. Jungs Apparat zum Walzen von Wachsplatten, Z. w. M>t
27, 44—47.
Best F., 1901, 1906. Verh. D. path. Ges., 4, 108; Ziegl. В., 33, 585, 1901; Z. w. M.r
23, 319, 1906,
Be the A., 1895. Angaben über ein neues Verfahren der Methylenblaufixation.
А. т. A., 44.
В e t h e A., 1896. Eine neue Methode der Methylenblaufixation, An. An., 12, 438—446-
В e t h e ,A., 1900. Das Molybdänverfahren zur Darstellung der Neurofibrillen und Gol-
ginetze im Zentralnervensystem, Z. w. M., 17.
Be the A., 1903. Allgemeine Anatomie und Physiologie des Nervensystems, Leipzig.
В e the A., 1905. Die Einwirkung von Säuren und Alkalien auf die Färbung und die-
Färbbarkeit tierischer Gewebe, Beitr. z. ehem. Physiol, и. Pathol., 6, 399.
ßethe A., 1910. Artikel «Nervenfasern und -zellen» Enzykl. mikr. Techn., 2 Aufl.
Bethe A., Fluck M., 1937. Ueber das gelbe Pigment der Ganglienzellen, seine
kolloidchemischen und topographischen Beziehungen zu anderen Zellstrukturen und
eine elektive Methode zu seiner Darstellung, Z. Zell f.,27, 211.
Bettmann, 1926. Zur Kapillarmikroskopie, Klin. Woch., 5, 2066.
В i a s i Di, 1926. Anmerkung zur Entfernung der Formalinniederschläge nach Kardase-
witsch., Z. w. M., 43, 371.
Biedermann W., 1882. Ueber morphologische Veränderungen der Zungendrüsen des»
Frosches bei Reizung der Drüsennerven, Wien, Sitzber.
Biedermann W., 1886. Zur Histologie und Physiologie der Schleimsekretion, Wien,.
Sitzber.
Biedermann W., 1898. Beiträge zur vergleichenden Physiologie der Verdauung,.
Pflüg. A., 72, 105—162.
Biedermann W., 1904. Die Schillerfarben der Insekten und Vögel, Festschr. f. Ha-
eckel, Jena.
Biedermann W., 1927. Histochemie der quergestreiften Muskelfasern, Erg. Biol.r
2, 416—504.
Bielschowsky M., 1904. Die Silberimprägnation der Neurofibrillen, Journ. Psy-
chol. u.JVeurol., 3, 169—189.
Bielschowsky M., 1905. Die Darstellung der Achsenzylinder peripherischer
Nervenfasern usw., Journ. Psychol, и. Neurol., 4, 227—236.
Bielschowsky M., 1909. Eine Modifikation meines Silberimprägnationsverfahrens
zur Darstellung der Neurofibrillen, Journ. Psychol, и. Neurol., 12, 135—137.
Bielschowsky M., 1931. Neue Si lberimpr agnations versuche zur Darstellung der
Neuroglia und deren Ergebnisse, Z. Neurol, u. Psych., 135, 253—278.
Bielschowsky M., Brüh IG., 1907. Ueber die nervösen Endorgane im häutigen
Labyrinth der Säugetiere, А. т. A., 71, 22—57.
Bielschowsky M., Pollack В., 1904. Zur Kenntnis der Innervation des-
Säugetierauges, Neur. Zbl., 23.
Björkenheim E. A., 1907. Zur Kenntnis der Schleimhaut im Uterovaginalkanal'
des Weibes in den verschiedenen Altersperioden, Anat. #., 105.
Björkenheim E. A., 1913. Golgis Apparato reticolare interno in den Plazentare-
pithelien, A. Gynäk., 100, 446—453.
В i о n d i G., 1&13. La degenerazione Walleriana dei nervi periferici, particolaremente stu-
diatadal lato istichimico ed il valore degli attuali metodi d'indagine per la dimostra-
zione istochimica di sostanze grasse e lipoidi, Fol. neurobiol., 7, 71—119.
В i t о F., 1925. Ueber eine neue Methode der Nißlfärbung,Fol. anat. jap., 3, 11—15.
В i t о F., 1926. Ueber eine Substanz, welche die Schmidt-Lantermannschen Einkerbungen
ausfüllt, jFW. anat. jap., 4, 283—303.
Bizzozero, цит. по Geitler L., 1940, Schnellmethoden.
Bloch В., 1917a. Das Problem der Pigmentbildung in der Haut, A. Derm. Syph., 124,.
129—208.
Bloch В., 1917b. Chemische Untersuchungen über das spez. pigmentbildende Ferment
der Haut, die Dopa-oxydase, Z. phys. Chem., 98, 226.
Bloch В., 1921. A. Derm. Syph., 136.
«Bloch В., Löffler W., 1917. Untersuchungen über die Bronzefärbung der Haut
bei der Addisonschen Krankheit, D. A. klin. Med., 121, 262—291.
Bloch В., Ryhiner P., 1917. Histochemische Studien in überlebendem Gewebe
über fermentative Oxydation und Pimnentbildung, Z. ges. exp. Med., 5, 179—240.
Blochmann, 1921. Neue Hilfsmittel beim Herstellen und Weiterbehandeln von*
Paraffinschnitten, Z. w. M., 38, 51—59.
В 1 о m, A"d e r m a n, 1923. Zur Altersanatomie der Kaninchenthymus. 2 Teil, Lakare-
för, s. Forh., N. F., 28.
Bloom W., 1931. A new type of granular cell in the islets of Langerhans of man, Änat~
Ree, 49, 363—371.

Литература
601
Blotevogel W., 1924.. Der vitale Farbstofftransport während der Zahnentwicklung,.
Z. Zell. Gew. I., 1, 601.
Blum F., 1893. Der Formaldehyd als Härtungsmittel, Z. w. M., 10, 314.
Blum F.., 1896. Ueber Wesen und Wert der Formolhärtung, An. An., 11, 718—727.
Blum F., 1910. Artikel «Formaldehyd», Enzykl. mikr. Techn., 2 Aufl.
Bock N., 1924. Eine Methode zum Studium der Ablagerungsverhältnisse der
Knochensalze, Z.w. M., 40, 318—321.
Bodian D., 1936. A new method for staining nerve fibers and nerve endings in mounted
paraffin sections, Anat. Ree., 65, 89—97.
Bodian D., 1937. The staining of paraffin sections of nervous tissues with activated!
protargol, The role of fixatives, Anat. Ree., 69, 153—162.
Boedecker C. F., 1921. Maschinen zur Herstellung von Schliffen zum Zwecke der
mikroskopischen Untersuchung organisch armer Gewebe, Z. w. M., 38, 153—166.
Boegehold H., 1938. Die Verbesserung des Bildfeldes der Mikroskopobjektive,
Z. w. M., 55, 17—25.
Boegehold H., Köhler A., 1922. Das Homal, ein System, welches das mikro- -
photographische Bild ebnet, Z. w. M., 39, 249—262.
Böhm A., A., 1891. Die Befruchtung des Forelleneies, Ber. Ges. Morph. Phys. Münch.
Б ем А. А., Давыдов М. М., 1895, 1903. Lehrbuch der Histologie des Menschen
einschließlich der mikroskopischen Technik, XV, 404, Wiesbaden, 1895; 3 Aufl.,
XIV, 417, Wiesbaden, 1903.
Böhm A. A., Op. pel A., 1912. Taschenbuch der mikroskopischen Technik^
7 Aufl., München.
В о e h m G., 1946. Ueber ein neues Verfahren zur Herstellung von Gußmodellen, Acta
Anatomica, I, 450—462.
Böhmer F., (1865. Zur pathologischen Anatomie der Meningitis cerebromedullaris
epidemica, Ärzt. Intelligenzbl. Bayern, 12.
В ö h m i g R., 1928. Zur Gelatineeinbettung, Zbl. Path., 41, 5—6.
Böhminghaus H., 1920. Ueber den Wert der Nilblaumethode für die Darstellung
der Fettsubstanzen usw., Ziegl. В., 67.
Boeke J., 1903. Beiträge zur Entwicklungsgeschichte der Teleostier, Petrus
Camper, II. —
Boeke J., 1909. Die motorische Endplatte bei den höheren Vertebraten, ihre
Entwicklung, Form und Zusammenhang mit der Muskelfaser, An. An., 35, 193—226..
Boeke J., 1916—1917. Studien zur Nervenregeneration. 1 u. 2 Teil, Verh. Kon. Ak.
Wetensch. Amsterdam, XVIII—XIX.
Bönig H., 1927. Studien zur Morphologie und Entwicklungsgeschichte des Pankreas
beim Bachneunauge, Z. mikr.-anat. F., 8, 489—511.
Boerner-Patzelt D., 1929. Vergleichend histologische Studien über quergestreifte
Muskulatur, Z. mikr.-anat. F., 18, 93—142.
Boerner-Patzelt D., 1932. Lage des isoelektrischen Punktes einiger Zellen unter
verschiedenen Bedingungen, Z. Zellf., 16, 198—207.
Boerner-Patzelt D., Pischinger, 1927 und 1928. Ueber das
morphologische Verhalten quergestreifter Muskulatur gegenüber Säuren, Prot., 3, 68; 5, 55—85.
Bo leek L., 1930. lieber die Zelloidineinbettung des Bouin fixierten histologischen
Materials, Z. w. M., 47, 334.
Borberg N., 1912. Das chromaffine Gewebe, Nebennierenuntersuchungen 2,
Skandinavisches Archiv f. Physiol., 28.
Borchardt H., 1928. Ueber die experimentelle Chryosis bei Kaninchen und Hunden»
und ihren histochemischen Nachweis, Virch. A., 267, 272—280.
В о r e 11, 1919. Untersuchungen über die Bildung des Corpus luteums und der Follikel-
atresie mit Hilfe der vitalen Färbung, Ziegl. В., 65, 108—119.
Born G., 1883. Die Plattenmodelliermethode, А. т. A., 22, 584—599.
Born G., 1888. Noch einmal die Plattenmodelliermethode, Z. w. M., 5, 433—455.
Born G., 1894. Die Struktur des Keimbläschens im Ovarialei von Triton taeniatus^.
А. т. A., 43, 1—78.
Born G., Peter K., 1898. Zur Herstellung von Richtebenen und Richtlinien, Z. w. M.,
15, 31—50.
Bornstein A., Rüter E., 1925. Ueber den Einfluß von Alkaloiden und Salzen
auf die Vitalfärbung, 1. u. 2., Pflüg. A., 207, 596—623.
Borst M., Königsdörffer H.,. 1929. Untersuchungen über Porphyrie, S. Hir-
zel, Leipzig.
Bourne G., 1936. The vitamin С technique as a contribution to cytology, Anat. Rec.r
66, 369-385.
В о v e r i Th., 1887. Zellen-Studien, Heft 1, Jena.
Bouin P., 1897. Etudes sur revolution normale et Tinvolution du tube seminifere,.
A. d'Anat. Micr., 1, 225—339.
В о w e n R.. H., 1928. The methods for the demonstration of the Golgi apparatus, Anat,
Ree. 38, 293—320; 39, 85—136, 231—285, 365—394; 40, 103—132, 225—276.

602
Литература
ß о z 1 е г Е., 1925. Ueber die physikalische Erklärung der Schlundfadenströmungen, ein
Beitrag zur Theorie der Protoplasmaströmungen, Z. vergl. Physiol., 2, 82—90.
NBrandinö, .1927. Studi Sassari, 5, 651
Brandt Th., 1926. Ueber die Fehlerberechnung der hämatologischen Methoden, ein
Beitrag zur kritischen Beurteilung der gefundenen Werte, Fol. haem.} 32, 177—195.
В r and t W., Radanof f D., 1922. Die Anwendung der vereinfachten Schültze-
schen Natronlauge-Silbermethode bei eingebettenten Objekten, Z. Anat. u. Entw.g.,
66, 211-214.
Braun В., 1933. Die Isolierung elastischer Gewebe aus Bindegewebe durch Kochen in
gesättigter wäßriger HarnstoffIösung, Z. mikr.-anat. F., 32, 353—358.
von braunmühl A., 1929. Eine einfache Schnellmethode zur Darstellung der
senilen Drusen, Z. ses. Neur., 122, 317—322.
Braus H., .1896. Untersuchungen zur vergleichenden Histologie der Leber der
Wirbeltiere, Semons Zool. Forschungsreisen, 2.
> Bremer L., 1882. Ueber die Endigungen der markhaltigen und marklosen Nerven im
quergestreiften Muskel, A. m. A., 21, 663—671.
Bresslau, цит. по P. Mayer, 4920. .Zoomikrotechnik, 151.
Breßlau E., 1921,. Ein Verfahren zur Schnellanfertigung gefärbter Dauerpräparate
von Infusorien und anderen Protozoen, Mikrokosmos, 15, 130—134.
van Brinckmann R., Dam, 1910. Studien zur Biochemie der Phosphatide und
Sterine, 2, Bioch. Z., 108, 52—60.
Brodersen, 1915. Beobachtungen an der Ossifikationsgrenze des Knorpels, II. Die
Färbung frischen Knorpels mit Toluidinblau, An. An., 47, 577—595.
ßrodersen, 1916. Verhalten der Knorpelzellen des Frosches gegen Aqua dest.,
Natronlauge, Salzsäure und Kochsalz in fließenden Lösungen, An. An., 49, 226—253.
ßrowicz, 1900. Ueber die Einwirkung des Formalins auf das in den Geweben
vorfindbare Hämoglobin, Virch. A., 166.
Bruch E., 1920. Zur Verwendung.von Trichloräthylen an Stelle von Xylol in der
histologischen Technik, Münch, med. Woch., H. 47.
Brunswik H., 1922. Der mikroskopische Nachweis der Phytosterine und von
Cholesterin als Digitohin-Steride, Z. w.M., 39, 316—321.
Brunswik H., 1923. Ueber den eindeutigen makro- und mikrochemischen Nachweis
des Hidistin im Eiweißkomplex, Z. phys. Chem., 127, H. 4—6.
.Bruyn P., de, 1937. The influence of phenols on the sudan coloration of leucocytes,
Acta neerl. morphol., 1, 43—48.
ß r u у n P., de, 1938. Die Phenolgranulation der Leukocyten und ihre Färbbarkeit mit
Sudan, Amsterdam, Diss.
ßubenaite J., 1929. Ueber einige Erfahrungen mit der Golgi-Methode, Z. w. Af.,
46, 359—360.
В u с h e г О., 1938. Untersuchungen über den Einfluß verschiedener Fixationsmittel auf
das Verhalten des Schilddrüsenkolloids, Z. Zellf., 28, 359—381.
ß u eher R., 1936. Grundlagen einer Blutplasmamorphologie, Z. w. M.s 53, 151—158.
Buchner P.f 1915. Praktikum der Zellenlehre. 1. Bd. Bornträger, Berlin.
В u g g e G., 1929. Zur Streckung von Paraffinserienschnitten mit der elektrischen
Heizsonne, Berl. tierärztl. Woch. u. Z. w. M., 46, 359—360.
ß u g у i В., 1938. Reinheitsprüfung der histologischen Farbstoffe, Z. w. M., 55,198—210.
Bukatsch F., Haitinger M., 1934. Beiträge zur fluoreszenzmikroskopischen
Darstellung des Zellinhaltes, insbesondere des Cytoplasmas und des Zellkerns, Prot.,
34, 515—523.
Bungartz J., Kaninchen-Rassen, Magdeburg.
Burchardt E., 1897. Bichromate unci Zellkern, La Cellule, 12.
ß u г к e F. V., 1933. The pH of formalin — a factor of fixation, Amer. Journ. Path.. 9,
915—920.
Б u г к e t, см. M с С 1 u n g, 1937. Handb. micr. Techn.
В ü г к e r K., 1903. Eine einfache Methode zur Gewinnung von Blutplättchen, Z. Phys.,
БигкегК., 1924.. Ein neuer Hämoglobinometer, Pflüg. A.
Burrows M. Т., 1912. A method of furnishing a continuous supply of new medium
to tissue culture in vitro, Anat. Ree, 6, 141—144.
Buytendijk F. J. J., Woerdeman M. W., 1927. Die physikochemischen
Erscheinungen während der Entwicklung. 1. Die Messung der Wasserstoffionenkonzentration,
A. Entw. Mech., 112, 387—410.
•C a j a 1 Ramon у S., 1894a. Die Retina der Wirbeltiere, Untersuchungen mit der
Golgi-Cajalschen Chromsilbermethode und der Ehrlichschen Methylenblaufärbung,
Wiesbaden.
Cajal Ramon yS., 1894b. Les nouvelles idees sur la structure du Systeme nerveux
chez rhomme et chez vertfbres, Paris.
<2 a j a 1 Ramon yS., 1903. Methode nouvelle pour la coloration des neurofibrilles,
C. R. Soc. Biol. Paris, 55.'

Литература
603
•С a j a I Ramon у S., 1904а. Ueber einige Methoden der Silberimprägnierung zur
Untersuchung der Neurofibrillen, der Achsenzylinder und der Endverzweigungen,
Z. (v. M.t 20, 401—408.
•Cajal Ramon у S., 1904b. Trois modifications des usages differents de ma methode
d> coloration des neurofibrilles par l'argent reduit, C. R. Soc. Biol. Paris, 56,
368—371.
€ a j a 1 RamonyS., 1904c. Das Neurofibri Henne tz der Retina, Int. Mon. Anat:
Phys., 21, 369—399.
-C a j a 1 R a mo n у S., 1904d. La methode ä l'argent reduit associee к la methode em-
bryonnaire pour Г etude de noyaux moteurs et sensitifs, Bibl. anat., 13, 242—275.
О a j a 1 Ramon у S,, 1905. Une methode simple pour la coloration elective du reti- «
culum.protoplasmatique et ses resultats dans des divers centres nerveux, Bibl. anat.,
14;. 1—93,
€a j al Ramon у S., 1907. L'appareil reticulaire etc., Trav. Labor. Rech. Biol. Univ.
МаШ* 5;. 151—154. .
Cajal Ramon у S., 1908. Les conduits de Golgi-Holmgren etc., Trav. Labor\ Rech.
BioL Univ. Madrid, 6, 123—135. * '
Cajal Ram on у 3., 1912. Formula de fijaciön para la demonstration fäcil vel aparato
reticular: de Golgi, Trab. Labor. Invest. Biol. Univ. Madrid, 10, 209—220 (реферат
в Z. w.. M., 30, 255).
Cajal Ramon у S., 1922. Una formula de impregnaciön argen tica especialmente
aplicable a los cortes de cerebelo у algunas consideraciones sobre la teoria de
Liesegang acerca diel principo del metodo del nitrato de plata reducido, Trab. Labor. Invest.
Biol. Univ. Madrid, 19, 71—87.
Cajal RamonyS., 1923. Quelques methodes simples pour la coloration de la
neuroglia, Schweiz. Arch. /. Neurol, u. Psych., 13.
Cajal R, a m о n у S.,. 1925. Une formule.pour colorer dans les coupes les fibres ame-
dullees et les terminaisons centrales et peripheriques, Trav. Labor. Rech. Biol. Univ>
Madrid, 23, 237—244.'
Cajal R а щ p n у S., 1926. Beitrag zur Kenntnis der Neuroglia des Groß- und Kleina
hirns Ш der progressiven Paralyse mit einigen technischen Bemerkungen zur Sil-
berimprägnation des pathologischen' Nervengewebes, Z. Neur. u. Psych., 100;
738—793.
Ca j al R.a.m о n у S-, 1932. Etude sur la neuroglie (macroglie), Trav. Labor. Rech:
Biol. Univ. Madrid, 27, 377—388.
Cajal Ramon у S., 1933. Elementos de Tecnica microgräfica del sistema nerviosa,
Madrid.
С a 11 e j а С, 1897. Metodo de tripla coloracion con el carmin litinado у el picrocarmin
de indigo, Rev. trim, microgr., 2; реферат в Z. w. M., 15, 323.
С a r a z z i D., 1909a. Zur Bleichtechnik, Z. w. M., 26.
С a r a z z i D., 1909b. Ueber die Abkühlung des Paraffins, Z. w. M., 26, 530—532.
Carere-Comes O., 1938. Neue Methoden zum histochemischen Nachweis des
Kaliums und zur elektiven Färbung der kalireichen Gewebe (Erythrocytes
Muskelfasern usw.), Z. w. M., 55, 1—7.
Carleton H. M., 1922. Note on the Comparative effects on tissues of isotonic Saline
and distilled water, when used as solvents for Mercuric chloride and formol in
histological fixation, Anat. Journ. of Microscop. science, 66.
Carleton H. M., 1926. Histological Technique, Oxford Univ.. Presse.
Carlson H., Gustafs on В., Möller. К. L., 1937. Quantitative
mikromorphologische Studien über die Nebennieren einjähriger weißer Mäuse unter
besonderer Berücksichtigung von Geschlechtverschiedenheiten, Upsala Läk. för. Förh.,
N. F., 43, 49—82.
Carnoy J. В., Lebrun H., 1897. La vesicule germinative et les globules polaires,
La Cellule, 12.
Carrel A., 1911. Die Kultur der Gewebe außerhalb des Organismus, Berl. klin. Woch.,
1364—1367.
Carrel A., 1912. Neue Methoden zum Studium des Weiterlebens von Geweben in vitro,
Abderhaldens Handb. biochem. Arbeitsmeth., 6, 519—528.
Carrel A.; Burrows M. Т., 1911. On the physico-chemical regulation of the
growth of tissues, The effects of the dilution of the medium on the growth of the spleen,
Journ. exp. Med., 13, 562—570.
Carrel A., Burrows M. Т., 1911. An addition to the technics of the cultivation
of tissues in vitro, Journ. exp. Med., 14, 244—247.
Carrel A., Burrows M. Т., 1912. Die Technik der Gewebekultur in vitro,
Abderhaldens Handb. biochem. Arbeitsmeth., 5, 2, 836—842.
Carrel A., 1928. Modern techniques of tissue culture and results, A. exp. Zellf.t .6.
Carrel A., Lindberg Ch., 1938. The culture of organs, New York.
Cagpersson Т., 1936. Die Untersuchung der Nukleinsäureverteilung im Zellkern/
Z. w. M., 53, 403—419,

604
Литература
Caspersson Т., 1936. Ueber den chemischen Aufbau der Strukturen des Zellkernes,
Skand. a. f. Physial., 73, Suppl. 8, 1—151.
Castro F.,de, 1922. Evoluciön de los Ganglios simpaticos vertebrales у prevertebral,
Trab. Labor. Invest. Biol. Univ. Madrid, 22, 113—208.
Castro F., de, 1925—1926. Technique pour la coloration du Systeme nerveux.. quand
il est pourvu de ses etuis osseux, Trav. Labor. Rech. Biol. Univ. Madrid, 23, 427—446.
Gesaris-D emel A., 1909. Ueber die morphologische Struktur usw. der Leuko-
cyten auf Grund usw. der Vitalfärbung des Blutes, Virch. A., 195, 1—93.
Халатов С. C, 1913. Ueber flüssige Kristalle im tierischen Organismus, Frankf.
Z. Path., 13, 189.
Халатов С. С, 1914. Ueber experimentelle Cholesterinlebercirrhose usw., Ziegl. В.,
57, 85.
Халатов С. С, 1922. Die anisotrope Verfettung im Lichte der Pathologie des
Stoffwechsels, Jena.
Chambers R., Haie H; P., 1932. The formation of ice in protoplasm, Proc. R.
Soc, 110, 336.
С h a m p у Ch., 1911. Recherches sur Г absorption intestinale et le role des mitochondries
dans Г absorption et la secretion, A. d'Anat. Micr., 13, 55—170.
Champ у Ch., 1913. Granules et substances reduisant l'iodure d'osmium, Journ. de
VAnat. et de la Physiol., 49, 323—343.
Champ у Ch., Coujard R., С о u j a r d - G h a m p у Ch., 1946. L'innervation
sympathique des Glandes, Acta Anatomica, 1, 233—283.
Ch a ripper H. A., 1928. A method for staining fibrillae in the epithelia of vertebrates
and invertebrates, as well as fibrillar structures in protozoa, Anat. Ree, 38,
401—404.
Chövremont. M., Frederic J., 1943. Une nouvelle methode histochimique de
mise en evidence des substances ä fonction sulfhydrile, A. de Biol., 54, 589—605.
С h i о d i V., 1931. Ulteriori osservazioni sugli elementi granulopessici e suir epitelio
respiratorio del pulmone, Bull. Hist, appl., 8.
Хлопин H. Г., 1925. Studien über Gewebskulturen im artfremden Blutplasma. 1 u
27 Teil. Z.. mikr.-anat. F., 2, 324—365; 3 и 4.. Teil., A. exp. Zellf., 1, 193—250.
Cbristeller E., 1924. Eine neue einfache Methode zur normalen und pathologischen
• Histotopographie der Organe, Virch. A., 252.
Christeller E., 1926. Histochemischer Nachweis des Wismuts in den Organen, Med.
Klin., 619—621.
Christeller E., 1927a. Atlas der Histotopographie, G. Thieme, Leipzig.
Christeller E., 1927b. Ein mikrochemischer Goldnachweis im Gewebe, Verh. D.
Path. Ges., 22, 173—179.
Christeller E., Samartino R., 1928. Ueber den histochemischen Nachweis'
des Quecksilbers in den Organen, Z. ges. exp. Med., 60, 11—33. /
Christoffersen A. K., 1933. Ueber den Schrägschnittfehler bei Arealbestimmungen
histologischer Oberflächen, Z. w. M., 50, 401—408.
Chrzonzczewsky N., 1866. Zur Anatomie und Physiologie der Leber, Virch. A., 35.
Ciaccio C, 1910. Contributo alla conoscenza dei lipidi cellulari, An. An., 35,17—31.
Clara M., 1930. Ueber die Kontinuität der Muskelfibrillen und Sehnenfibrillen, Z. mikr.-
anat. F., 23, 321—334.
Clara M., 1933a. Die basalgekörnten Zellen im Darmepithel der Wirbeltiere, Erg. Anat.
Entw., 30, 240—340.
Clara M., 1933b. Ueber die basalgekörnten Zellen des Darmepithels bei den Amphibien,
Z. Anat. Entw., 100, 76—89.
Clara M., 1933c. Ueber ein neues Molybdänhämatoxylin, Z. w. M., 50, 73—77.
Clara M., 1933d. Ueber die Darstellung der Gallenkapillaren durch
Hämatoxylin-Beizenfärbung, Z. Zellf., 17, 698—728.
Clara M.., 1933e. Ueber die spezifische Färbung der Körnchen in den basalgekörnten
Zellen des Darmepithels durch die Molybdänhämatoxyline, Z. Zellf., 18, 435—458.
Clara M., 1934a. Der Bau der Gallenkapillaren unter physiologischen und
experimentellen Bedingungen, Z. mikr.-anat. F., 35, 1—56.
Clara A., 1934b. Ueber die Diazokuppelungsreaktion zum Nachweis der Ortho- und
paraPhenole in der histologischen Technik, Z. w. M., 51, 316—337.
Clara M., 1935. Untersuchungen über die spezifische Färbung der Körnchen in den^basal-
gekörnten Zellen des Darmepithels durch Beizenfarbstoffe, Z. Zellf., 22, 318—352.
Clara M., 1936a. Vergleichende Histobiologie des Nierenglomerulus und der
Lungenaiveole, Z. mikr.-anat. F., 40, 147—280.
Clara M., 1936b. Untersuchungen über die «spezifische» Substanz in den basalgekörnten
Zellen der Amphibien, Z. Zellf., 24, 241—247.
Clara M.^ 1937. Ueber das Vorkommen von Atraktosomen in'den Schleimzellen der men-N
schlichen Drüsen, Z. Zellf., 25, 653—693.
С 1 a r a M.r 1940. Untersuchungen über den färberischen Nachweis des Schleimes in den
Drüsenzellen beim Menschen, Z. mikr.-anat. F., 47, 183—246.

Литература
605
Clara М., 1943. Histotopochemische Untersuchungen über das Vitamin С in der
Schleimhaut des Magen-Darm-Kanals beim Menschen, Z. mikr.-anat. F., 54, 358—395.
Clark E.., 1913. The number of Islands of Langerhans in the human pancreas, An. Anr;—
43, 81—94.
Clark W. E., L e Gros, Boggen R. H., 1933. On the connections of the anterior
nucleus of the thalamus, Journ. Anat., 67, 215.
Cleveland, Rucker, Wolfe J. M., 1932. A differential stain for the anterior
lobe of the hypophysis, Anat. Ree., 51, 409—413.
Cohnheim J., 1867a. Ueber die Endigungen der sensiblen Nerven in der Hornhaut,
Virch. A., 34, 606—622.
Cohnheim J., 1867b. Ueber Entzündung und Eiterung, Virch. A., 40, 1—79.
Collier W. A., 1924. Ausschaltung des Wasserfehlers bei der Giemsa-Färbung durch
Phosphatpufferung, D. med. Woch., 50, 1325.
Colombo G., 1903. Di un methodo per tingere «intra vi tarn» i granuli protoplasmatici
degli elementi cellulari della cornea e per fissare la colorazione ottenuta, Z. w. M.,
20, 282—288.
С о 1 u с с i, 1897. Giorn. Ass. Med. Natural. Napoli, 7, H2.
Corning H. K., 1900. Ueber die Methode von P. Krön thai zur Färbung des Nervensystems,
An. An., 17, 108—111.
Coronini C, 1921. Paraffinöl, Petroleum und Tetralin als Vorharze in der
Einbettungstechnik, Wien. klin. Woch., 7.
Correns A. E., 1939. Beitrag zur Silberreaktion der Ranvier-Kreuze des peripheren
markhalUgen Nerven, Z. mikr.-anat. F., 45, 376—392.
Corti A., 1851. Recherches sur Г Organe de Гоше des mammiferes, Z. w. Zool.,
■ 3, 109—169.
Corti A., Ferra t а А., 1906. Sur une inversion totale de Г af finite colorante avec le
chansement de liquide fixateur, Mon. zool. ital., 16.
С о u j a rd R., 1943. Reactions phenoliques et la coloration des nerfs et du chondriome,
Bull. Hist, appl., 20, 161.
Courrier R., 1926. Modifications vaginales chez la Lapine au cours de la vie genitale,
C. R. Soc. Biol. Paris, 94, 280—281.
Gowdry E. V., 1913a. The relation of mitochondria and other cytoplasmic constituents
in spinal cells of the pigeon, Int. Mon. Anat. Phys., 29, 473—501.
Cowdry E. V., 1913b. The development of the cytoplasmic constituents of the nerve cells
o\ the chick, Amer. Journ. Anat., 15, 389—430.
Cowdry E. V., 1914. The vital staining of mitochondria with janusgreen and diethylsa-
franin in human blood cells, Int. Mon. Anat. Phys., 31, 267—286.
Cowdry E. V., 1916. The general functional significance of Mitochondria, Amer. Journ.
Anat., 19., 423—446.
Cox W. H., 1891. Imprägnation des zentralen Nervensystems mit Quecksilbersalzen
А. т. A., 37, 16—21.
Cox W. H., 1898. Der feinere Bau der Spinalganglienzelle des Kaninchens, Anat. #.,31,
37-104.
Cretin A., 1924. Sur un nouveau reactif du calcium applicable aux recherches his toi o-
giques, Bull. Hist, appl., 1, 125.
Cretin A., 1929. Sur un nouveau reactif du calcium applicable aux recherches histolo-
giques, Assoc. Anat., 24, 171.
Creutzfeld, 1927. Artikel «Nervenfasern», «Markscheiden», Enzykl. mikr. Techn.,
3 Aufl., Bd. III, 1622—1634.
CrinisM.,de, 1932. Eine neue Fixations- und Imprägnationsmethode am nervösen Gewebe,
Journ. Psych, u. Neur., 44, 11—121.
Crossmon G., 1937. A modification of Mallory's connective tissue stain with a discus;
sion of the principles involved, Anat. Ree, 69, 33—38.
Curtis F., 1905. Methode de coloration elective du tissu conjonctif, С. R. Soc. Biol.,
Paris.
Dabelow A., 1934. Der Entfaltungsmechanismus der Mamma, I, Morph. Jahrb., 73,
69—99; II, Morph. Jahrb., 85, 361—416.
D addi L, 1896. Nouvelle methode pour colorer la graisse dans les tissus, Arch. ital. Biol.,
26, 142—146.
Dahlberg G., 1924. Die quantitativen Beziehungen zwischen der grauen und weißen
Substanz im menschlichen Großhirn, An. An., 57, 49—61.
Dankmeijer J., 1939. Eine Methode zur Herstellung mikroskopischer
Rekonstruktionen unter Verwendung von Negocoll und Homonit, An. An., 89, 81—86.
Данчакова В., 1908. Zur Herstellung der Celloidinserien, Z. w. M., 25, 32—37.
Davenpoort H. A., 1930. Staining nerve fibers in mounted sections with alcoholic
silver nitrate solution, A. Neur. a. Psych., 2A.
Davenpoort H. A., 1930—1934. Block staining of nervous tissue with silver, I, II,
III, IV, Stain techn., 5, 139—147, 1930; 6, 37—40, 1931; 8, 143—147, 1933; 9, 5—
10, 1934.

606
Литература
Deetjen Н., 1р06. Teilungen der Leukozyten des Menschen außerhalb des Körpers* ße~
wegungen der Lvmphocyten. A. Anat. Physiol., Physiol. Abt.
P ö g к w~i t z R., 19207ьШа1еп über Blutplättchen, Fol. haem., 25, 153—189.
Деикун Б. И., 1926. Ueber die Herstellung der ammoniakalischen Silberlösung beb
Imprjägnationsmethoden, Z.w. M., 43, 382—384. - • . i .
Дейнека Д. И., 1912. Der Netzapparat von Golgi in einigen Epithel1 und Bindegewebs-
v\ zellen während der Ruhe und Teilung, Лл..Лл., 41, 289—309.
D e m u t h F., 1929. Praktikum der Züchtung von Warmblütergeweben in vitro, München.
Dietrich A:, 1908..Naphtholblausynthese und Lipoidfärbung, ZbL Path., 19.
Dietrich A., 1910. Zur Differenthialdiagnosc der Fettsubstanzen, Verb. D. path.
Ges.,. 263.
Dietrich A., 1926. Ueber die Joressche Methode der Konservierung, Zbl. Path.* 37,.
289—290.
Dietrich A., 1929. Isopropylalkohol für histologische Zwecke, Zbl. Path., 47, 83.
D i p p e 1. L., 1882, 1898. Das Mikroskop und seine Anwendung, I Teil,' Handbuch der
allgemeinen Mikroskopie, 2 Aufl., Braunschweig, 1882; II Teil, 2 Aufl.; 1898.
Dobell C, 1919. The amoebae living in man, John Bale, London.
D ö 111 K., 1942. Die Zucht und Haltung weißer Mäuse und Ratten für wissenschaftliche-
Zwecke, Mediz. u. Chem., 4, 538—552.
Догель А. С.» 1890. Methylenblautinktion der motorischen Nervenendigungen in den
Muskeln der Amphibien und Reptilien, А. т. A., 35.
Догель А. С, 1913. Die Anordnung und Funktion der Nervenzellen des Herzens des-
Mehschen und der Tiere und ihre Verbindungen mit den sympatischen, den cerebralen»
und spinalen Nerven, Pflüg. A., 155, 351—390.
Догель 1 С, 1927. Artikel «Methylenblau zur Nervenfärbung», Enzykl. mikr. Techn.,.
3 Aufl., 2.
Ь о h e r t у M., S u h Т. H., Alexander L., 1938. New modification of the
benzidine stain for study of the vascular pathern of the central nervous system, A. Neur. a..
Psych., 40, 158—162.
D о h 1 R., 1943. Eau de Javejle, Einfache Herstellung desselben, Z. w. M., 59, 165.
von Domarus A., 1921. Methodik der Blutuntersuchung, Berlin, Springer.
von Domarus A., 1929. Einführung in die Hämatologie, Leipzig,
Donaggio A., 1896. Sulla presenza di un reticolo nel protoplasma della cellula nervosa,.
Riv. sper. di Freniatria, 22.
Donaggio A., 1898. Nuove osservazioni sulla struttura della cellula nervosa, Riv. sper,
di Freniatria, 24, 772.
Donaggio A., 1904. II reticolo fibrillare endocellulare etc., Riv. sper. di Freniatria r
30, 397.
Donaggio A., 1906. Effets de Taction combinee du jeune et du froid sur les centres
nerveux des mammiferes adultes, A. ital. de Biol., 46.
Donaggio A., 1938. Dimostrazione dell'ististenza di una lesione organica reversibile
nell'azione degli anestetici sulle fibre nervöse centrali e periferiche, A. exp. Zellf:,
22, 171—180.
Do n a 1 d s о n H. H.r 1924. The Rat, Data and Reference Tables for the Albino Rat and
the Norway Rat, 2 Edit., Philadelphia.
Do yon M., Policard A., 1912. Modification de la cellule hepatique sous Г influence
de la congelation, C. R. Soc. Biol., 72, 95.
Qraganesco S.,Casangiu D., 1938. Etude sur la birefringence dans les phenome-
nes de degenerescence et regenerence de nerfs peripheriques au cours des lesions expe-
rimentales et de pathologie humaine, Arch. roum. Path, expir., 11.
Drahn Fr., 1912. Em neues Durchtränkungsmittel für histologische und anatomische
Objekte, Berl. tierärztl. Woch., 38, 97—100.
Drahn Fr., 1926. Artikel «Chlordioxyd», Enzykl. mikr. Techn., 3 Aufl., 1, 313—316.
Drasch O., 1894. Der Bau der Giftdrusen.des gefleckten Salamanders, A. Anat. Physiol
225—268.
Drasch O., 1914. Ueber die Herstellung von Delaminationspräparaten von
Hühnerkeimscheiben, Z. w. M., 31, 193—201.
D r ü n e r, 1900. Ueber Mikrostereoskopie und eine vergrößernde Stereoskopkamera, Z. w.M'.r
17, 281—293 und 1925; Entw. Mech., 106.
D u b о s с q,-B r a s i 1, 1905. Arch, de zool. exp., 4, 74.
Dubrausky V., 1930. Ueber ein neues Verfahren zur Darstellung der Mikroglia, Z
Neur. u. Psych., 126, 230—235.
D u b r e u i 1,- 1913. Le chondriome et le dispositif de l'activite secretoire aux diffe-
rents Stades du developpement des elements de la lignee connective, A. d'Anai.
micr., 15, 58—151.
D ü г с k H., 1907. Ueber eine neue Art der Fasern im Bindegewebe und in der*
Blutgefaßwand, Virch. A., 189.
Duncan D., Keyser L., 1938. Further determinations of the numbers of fibers
and cells in the dorsal roots and ganglia of the cat, /. Comp. Neur., 68, 479—490.

Литература
607
Duval М., 1878. Precis de technique microscopique et histologique, Paris. .....
Duval M., 1879. Journ. anat. phys., 15, 185. . . .
E b er th C. J.,'1862. Der Streit über das Epithel der Lungenhläschen, Virch.. A., 24-.—
von Ebner V., 1875. Ueber den feineren Bau der Kjiochensubstanz, Sitz.-Ber. Akad.
. Wien,, 72, 1—90,
von Ebner V., 1882. Untersuchungen über die Ursachen der Anisotropie organisierter
Substanzen, Leipzig.
von Ebner V., 1891. Histologie der Zähne mit Einschluß der Histogenese, Scheffs
Handb, d.Zahnheilk.;, 1, Wien.
von E b n e r V.,i\i§99. Ueber die Wand der kapillaren Milzvenen, An. An., 15. л
von Ebner V., 1905. Ueber die histologische Veränderung; des Zahnschmelzes während
der Erhärtung, insbesondere beim Menschen, A. m. A.t 67.
von Ebner V., 1910. Histologie der Zähne, Scheffs Handb. d. Zahnheilk., 3 Aufl.
von Ebner V., 1918. Ueber den feineren Bau der Flügelmuskelfasern der Insektenr
Sitz.-Ber. Akad. Wiss. Wien, Math.-naturw. KL, 3, 127.
von Ebner V., 1920. Ueber den feineren Bau der Herzmuskelfasern, 1u. 2 Teil, Silz. •
Ber. Akad. Wiss. Wien. Math.-naturw. KL, 2, 129. . .
Edinger.L, 1884. Notiz, betreffend die Behandlung von Präparaten des
Zentralnervensystems, welche zur Projektion mit dem Scioptikon dienen sollen, Z.. w. M., 1, 126.
E dinger L., 1913. Ersatz des JCanadabalsams durch Gelatine an mikroskopische»
Präparaten, Neur: Zbl., 32, 927—928.
Ehringhaus, 1938. Das Mikroskop, 2 Aufl., Teubner, Leipzig-Berlin. , ,
Ehrlich P., 1876. Beiträge zur Kenntnis der Anilinfärbungen, und ihrer Verwendung
in der mikroskopischen Technik, А. т. A., 13.
Ehrlich P., 1885. Das Sauerstoffbedürfnis des Organismus, Eine farbenanalytische
Studie, Berlin.
Ehrlich P., 1886. Hämatoxylinlösung, Z. w. M., 3, 150.
Ehrlich P., 1891. Farbenanalytische Untersuchungen zur Histologie.und Klinik
desBlutes.
Ehrlich P., 1893. Ueber Neutralrot, Allg. med. Zentralzeitung.
Ehrlich P., 1906. Experimentelle Carcinomstudien an Mäusen, Arb. Inst, exper. Ther.
Frankfurt a. M.
Einarson L.j 1932. A method for progressive selective staining of Nissl and nuclear
substance in nerve cells, Amer. Journ. Path., 8, 295—307. .
E. i n a r s o.n L., 1934. Die Gallocyanin-Chromlackreaktion als Grundlage eines
Zelläquivalentbildes, Laeknabladid, 20, 142.
Einarson L., Bentsen K., 1939. Bemerkungen zur progressiv-selektiven
färberischen Darstellung der Nervenzellen in Paraffin-und Zelloidinschnitten, Z. w. M.9.
56, 265—272.
Eisenberg, 1910. Ueber Fettfärbung, Virch. A., 199.
Eisenberg, 1916. Allgem. Methode der histologischen Färbung, Enzykl. mikr. Techn. r
.3 Aufl., 1, 686—697.
Ellenberger W., 1906. Beiträge zur Frage des Vorkommens, des anat. Verhältnisses*
und der physiol. Bedeutung des Caecums, des Processus vermiformis, und des cy toplas-
tischen Gewebes in der Darmscheleimhaut, A. Anat. Physiol.
EllermannV., 1919. Ueber Granulafärbung in Schnitten der blutbildenden Organe beim
Menschen, Z. w. M., 36, 56—67.
E llinger Ph., Hirt A., 1929a. Mikroskopische Untersuchungen an lebenden Organen..
I. Mitt. Methodik der Intravitalmikroskopie, Z. Anat. u. Entw. g., 90, 791—802.
E llinger Ph., 1929b. II. Mitt. Zur Funktion der Froschniere. A. exp. Path. Pharm.,.
145, 193—210.
E 11 i n £ e r Ph., 1930. Eine Methode zur Beobachtung lebender Organe mit stärksten
Vergrößerungen im Luminiszenzlicht (Intravitalmikroskopie), Handb. d. biol. Arbeis-
meth., Abt, 5, Teil 2/2, 1753—1764.
Ellinger Ph., 1931. IV. Mitt. Zur Funktion der Froschniere, A. exp. Path. Pharm.r.
159, 11—127.
E 1 s с h n i g A., 1893. Zur Technik der Celloidineinbettung, Z. w. M., 10, 443—446.
E n b о m С, 1938. Ein Schnellverfahren zur Rekonstruktion in Plastilin nebst anderen/
technischen Beiträgen, Z. w. M., 55, 150—165.
Encyklopädie der mikroskopischen Technik, 1903—1927. Herausgegeben von Ehrlich P.,.
R. Krause, M. Mosse, H. Rosin und K. Weigert, 1 Aufl., 1903; 2 Aufl., 1910; 3 Aufl.,
. 1926-rl927; Bd. 1—3; Berlin und Wien.
Engelmann Th. W., 1868. Ueber die Flimmerbewegung. Jen. Z. Nat., 4, 355.
Eraheim, Stumme, 1909. Ueber die Schwangerschaftsveränderungen der Hypophyse,.
Ziegl. В., 46, 17.
Erlenmeyer E., 1871. Darstellung von absolutem Alkohol, Liebig s Annal. d. Chem.^
159, 249—250.
Eros G., 1928. Kalk- und Zellkernfärbung mittels alaunsauerem Fuchsin, Zbl. Path., 42^
97—102.

: Литература
Eros G., 1932. Eine neue Darstellungsmethode der sog. «gelben» argentaffinen Zellen des
Mageii=DarjBJa&kto»_2Ä/. Path., 54.
E s а к i Sh., 1929. A sure method for the elective staining of neurofibrillae in tissues
cultivated in vitro, Z. w. M., 46, 309—376.
Escher H., 1919. Grundlagen einer exakten Histochemie der Fettstoffe, Corr. Bl.
Schweiz. Arzte, № 43.
Ewald A., 1890. Zur Histologie und Chemie der elastischen Fasern und des
Bindegewebes, Z. Biol., 26. ^
Ewald A., 1897. Beiträge zur histologischen Technik, Z. Biol., N. F., 16, 246—267.
Ewald, 1919a. Die Schwalbeschen Scheiden der elastischen Fasern, Sitzungsber. Heidelb.
Akad. Wiss. Math. Naturw. KL, Abt. B, 16, 3—14.
Ewald A., 1919b. Ueber die Quellung und Verkürzung der leimgebenden Fibrillen des
Bindegewebes in heißem Wasser, Z. phys. Chem., 105, H. 1 u. 2, 115—134.
Ewald A., 1919c. Beiträge zur Kenntnis des Collagens, II, Z.phys. Chem. 105,135—137.
Ewald A., 1920. Ueber pigmenthaltige Knorpelzellen und eine Methode der Färbung der
Knorzelzellkapseln, Sitzungsber. Heidelb. Akad. Wiss. Math. Naturw. Kl., Abt. B,
Ewald* A., Kühne W., 1874. Die Verdauung als histologische Methode, Verh. Natu-
rhist. Ver. Heidelberg, N. F., 1, 451—456.
Ewald O., 1922. Elastin «H», Münch, med. Woch., 1922, H. 33, 1218.
Fairchild D. G., 1896. A perforated porcelain cylinder as washing apparatus, Z. w. M.,
12, 301.
Falk Fr., 1867. Histologie verwesender Organe, Zbl. med. Wiss.
Falkenberg K., 1904. Ueber die Hämosiderin-Reaktion der Leber nach Anwendung
der verschiedenen Härtungsflüssigkeiten, Zbl. Path., 15, 662.
F a n о, Da C, 1908. Ueber die feinen Strukturveränderungen der motorischen Kernzellen
uswM Ziegl. В., 44, 495—525.
F а n о Da C, 1922. On Golgis internal apparatus in different physiological conditions
of the mammary Gland, Journ. Physiol., 56", 549^-476.
F a n о Da C, 1925. Methods for the Demonstration of Golgis Internal Apparatus, Med.
Science Abstracts, 11.
F a u t r e z, пит. no Lison, 1936b.
Фаворский Б. A., 1930. Eine Modifikation des Silberimprägnierungsverfahrens Ramön
у Cajals für das periphere Nervensystem, An. An., 70, 376—378.
•Федоров В., 1913. Einige praktische Angaben zur Rekonstruktionstechnik, Z. w. M.,
30, 178—181.
Ferner H., 1938. Ueber die Entwicklung der Langerhansschen Inseln nach der Geburt
und die Bedeutung der versilberbaren Zellen im Pankreas des Menschen, Z. mikr.-
anat. F., 44, 451—488.
F e и 1 g e n R., 1926. Die Nuclealfärbuhg, Handb. d. biol. Arbeitsmeth., her. v.
Abderhalden, Lief. 213, 1053—1073.
Feulgen R., 1939. Von der Nuclealfärbung zum Plasmalogen, Schriften d. Univ. Gießen,
H. 1, 44.
Feulgen R., Rossenbeck H., 1924. Mikroskopisch-chemischer Nachweis einer
Nucleinsäure vom Typus der Thymonucleinsäure und die darauf beruhende elektive
Färbung von Zellkernen in mikroskopischen Präparaten, Z. phys. Chem., 135, 203.
Feulgen R.,Voit K., Ueber einen weit verbreiteten festen Aldehyd, Pflüg. A., 206,389.
Feulgen R., Brauns, 1924. Untersuchungen über die Nuclealfärbung, Pflüg. A.,
203, 415—435.
Fex, 1920. Chem. u. Morph. Studien über das Cholesterin und die Cholesterinester in
normalen u. patholog. veränderten Organen, Bioch. Z., 104, 82.
F e у r t e r Fr., 1936. Ueber ein sehr einfaches Verfahren der Markscheidenfärbungi zugleich
eine neue Art der Färberei, Virch. A., 296; 645—654.
F e у r t e r Fr., 1942. Ueber chromotrope Lipoide und Lipoproteide, Z. mikr.-anat. F.,
51, 610—635.
F i с k J., 1902. Ueber metachromatische Färbung des Keratohyalins durchCresylechtvio-
lett, Zbl. Path., 13.
von Fieandt H., 1910. Eine neue Methode zur Darstellung des Gliagewebes usw., A. m.
A., 76, 125—209.
von Fieandt H., 193L Ein Verfahren zum Aufkleben von Celloidinschnitten, Z. w. M.,
48, 427—441.
von Fieandt H., 1932. Ein Vakuumverfahren der Celloidineinbettung, Z. w. M.,
49, 60—68.
von Fieandt H., 1933. Ein Verfahren zum Aufkleben von Gefrierschnitten, Z. w. M.,
50, 323—328.
von Fie&ndt H.,Saxen A., 1932. Ein Beitrag zur Technik der kombinierten Cel-
loidin-Paraffin-Einbettung, Z. w. M., 49,* 69—83.
von Fieandt H.,Saxen A., 1936. Weitere Beiträge zur Technik der kombinierten
Celloidin-Paraffin-Einbettung, Z. w. M., 53, 137—150.

Литература
609
von Fieandt H., S а x 6 n А., 1936. Ueber die Darstellung des Golgischen Netzapparates
mittels einer modifizierten Bielschowsky Methode, Z. w. M., 53, 125—136.
Fischel A., 1908a. Ueber eine vitale und spezifische Nervenfärbung,- Z.—wr M., 25,
.154—157.
Fischel A., 1908b. Untersuchungen über vitale Färbung usw., Leipzig,
Fischel A., 1910. Vitale Färbung, Enz. mikr. Techn., 2 Aufl., 589—601. .
Fischel R., 1905. Technik der Kromayerschen Epithelfaserfärbung, ZbL Path., 16.
Fischer A., 1893. Zur Kritik der Fixierungsmethoden und der Granula, An. An., 9.
Fischer A., 1899. Fixierung, Färbung und Bau des Protoplasmas, G. Fischer, Jena.
Fischer A., 1925. A simple apparatus for making extracts of parenchymatous tissue,
A. exp. Zellf., 1, 122—124.
Fischer A., 1927. Technik der Gewebezüchtung, Handb. d. biol. Arbeitsmethod. her.
v. Abderhalden, Abt. 5, Teil 1, H. 4, 637—674, Lief. 228.
Fischer А., 1933. Gewebezüchtung, Handbuch der Biologie der Gewebezellen in vitro,
3. Aufl., München.
Fischer В., 1902. Ueber die Fettfärbung mit Sudan III und Scharlach R, Zbl. Path., 13.
Fischer E., 1933a. Untersuchung getrockneter und luftgefüllter Gewebe mit dem
Ultropak, Beitr. z. path. Anat., 92, 270—289.
Fischer E., 1933b. Eine einfache Methode zur Darstellung der Lymphgefäße durch
parenchymatöse Injektion von Luft, A. Min. Chir., 176, 17—37.
Fischer E., 1933 c. Weitere Erfolge mit der Methode der selbsttätigen Luftfüllung,
Darstellung der Lymphgefäße, An. An., 76,289—352.
Fischer I., 1939,1940. Vitale Kernfärbungen bei Stenobothrus, Chromosoma, 1,157—177.
Fischer I., 1942. Grundriß der Gewebezüchtung, G. Fischer, Jena.
von Fischer O., 1925. Zur Behandlung von Zelloidinserien, Z. w. ikf,, 42, 171—173.
Fischler, 1904. Ueber die Unterscheidung von Neutralfetten, Fettsäuren und Seifen im
Gewebe, Zbl. Path., 15, 913.
Fischler F., Roeckl K. W., 1938. Ueber das Auftreten dunkler Leberzellen
unter experimenteller Beeinflussung der Leberfunktion, Z. mikr.-anat* F., 44,
563—605.
Fitting, 1927. Ueber Wasserimmersionen mit Fassungen aus rostfreiem Stahl, Z. w. M.,
U, 478—480.
Flaum E., 1931. Blut und blutbildende Organe. 2. Meerschweinchen, 179—191; 3. Ratte,
192—204, Anatomie und Pathol, der kleinen Laboratoriumstiere, her. v. R. Jaffe,
Berlin,
Flechsig P., 1876. Die Leitungsbahnen im Gehirn und Rückenmark des Menschen,
Leipzig.
Flemming W., 1868. Ueber den Ciliarmuskel der Haussäugetiere, А. т. A., 4, 353.
Flemming W., 1882. Zellsubstanz, Kern und Zellteilung, Leipzig.
Flemming W., 1889a. Ueber die Löslichkeit osmierten Fettes und Myelins in
Terpentinöl, Z. w. M., 6, 39—40.
Flemming W., 1889b. Weiteres über die Entfärbung osmierten Fettes in Terpentin
und anderen Substanzen, Z. w. M., 6, 178—181.
Flemming W., 1891a. Ueber Teilung und Kernformen bei Leukozyten usw., А. т. A.,
37, 249—298.
Flemming W., 1891b. Neue Beiträge zur Kenntnis der Zelle, А. т. A., 37, 685—751.
Flemming W., 1895a. Ueber die Wirkung von Chromosmiumessigsäure auf Zellkerne,
А. т. A., 45, 162—166.
Flemming W., 1895b. Ueber den Bau der Spinalganglien bei Säugetieren usw., А. т. A.,
46, 379—394.
F 1 e s с h M., 1880. Untersuchungen über die Grundsubstanz des hyalinen Knorpels.
Flint J. M., 1902. A new Method for the Demonstration of the Frame Work of Organs,
John Hopkins Hospital Bulletin, 13.
Foley J. O., 1938a. Staining nerve fibers with silver in tissue fixed with Bouins fluid,
Stain technol., 13, 5—8.
Foley J. O., 1938b. A differential counterstain for toned sections of pyridine silver
preparations of peripheral nerves, Anat. Ree., 7, 133—139.
Foley J. O., 1939. A new silver method for staining nerve fibers in blocks of nervous
tissue, Anat. Ree., 73, 465—472.
F on i о A., 1912. Ueber ein neues Verfahren der Blutplättchenzählung, Dtsch. Z. Chir.,
< 117, 176—194.
Foot N. Ch., 1929a. Notes on the rapid impregnation of reticular tissue with silver, Journ.
techn. Method., 12, 117—119.
.Foot N. Ch., 1929b. Comments on the impregnation of neuroglia with ammoniacal silver
salts, Amer. Journ. Path., 5, 223—238.
Foot N. Ch.i F о о t E.- В., 1932. A technique of silver impregnation for general
laboratory purposes, Amer. Journ. Path., 8, 245—254.
Foot N. Ch., M ё n a r d, 1927. A rapid method for the silver impregnation of Reticulum,
Arch. Path. a. Labor. Med., 4, 211—214.
39 б. Ромейс

610
Л итература
F or е 1 А., 1877. Untersuchungen über die Haubenregioh und ihre oberen Verknüpfungen»
im Gehirne dpajfamschen und einiger Säugetiere mit Beiträgen zu den Methoden der
. Gehirnuntersuchung,^^. Psychiatrie u. Nervenkr., 7.
Forsgren E., 1928. Mikroskopische Untersuchungen über die Gallenbildung in de»
Leberzellen, Z. Zellf., 6, 647—688.
Forsgren E., 1929. Ueber Glykogen- und Gallenbildung in der Leber, Skand. A. Phy^
* ,siol., 55, 144—161.
Forsgren E., 1935. Ueber die Rhythmik der Leberfunktion des Stoffwechsels und de»
Schlafes, Stockholm.
.Franke Ad., 1881. Die Reptilien und Amphibien, Deutschlands, Leipzig.
Frankenberger Zd., 1921. Recherches histologiques sur la localisation du plomb dans
. Torganisme, С. R. Ass. Anat., 16, 241—244.
' Frederikse А. M., 1917. Der Zusammenhang zwischen Mitochondrien und Bindege-
Websfibrillen, An. An., 50, 393—400.
Freudenberg E., Bemerkungen zur Rabischen Methode des histologischen
Kalknachweises, Klin. Woch., 5, Nr. 2, 64—66.
F r e.y-W у s s 1 i n g, 1938. Submikroskopische Morphologie des Protoplasmas und seiner
Derivate, Protoplasma Monographien, 15, 217.
-F r i e d e b e r g, 1922. Betrachtung von polierten Zahnschliffen mit Opakilluminator,,
Deutsche Monatsschr. f. Zahnheilk, 40, 57-Г-59.
F r i e d\e n t h a I,. H., Poll >H., 1908. Ueber Fixationsgemische mitTrichloressigsäure
und Uranylazetat, Sitzungsber. Ges.naturf. Freunde zu Berlin 1907..
F r i e d \ ä n d e r, 1882. Mikroskopische Technik, Berlin. I
Fr i ts cb G., 1920. Das Blut der Haustiere mit neueren Methoden untersucht (Kaninchen,
Huhn, .Taube), Pflüg. A., 181, 78—88.
;Frp,b.oese C., S p ri) h n 1 e G.,. 1928. Untersuchungen zur Theorie und Technik der
Sudanfärbung, Z. mikr.-anat. F., 14, 13—49.
F"J\Q~r i в p A., 1878. Ueber das Sarkolemm und die Muskelkerne, A. Anßt. Physiol., Anat.
••\ Ab.t., 416—427.
Fry H. J., 1927. A paraffin method for serially sectionning a minute object in a known
platfe, Anat. Ree, 34, 245.
- Furno R,, 1911. Beiträge zur Kenntnis der vergleichenden Hämatologie der Spezialleuko-
\ zyten-Granülationen einiger Laboratoriumssäugetiere, Fol. haem., Ii, 219—252.
F у g W.,1928. Ueber einige Karminfärbungen, Z. w. M., 45, 442—454.
Gad J., 1895. Ueber eine leichte und sichere .Methode, die Nervenendigung an Muskelfasern
; unjd Gefäßen nachzuweisen, A. Anat. Physiol., Physiol. Abt. . .
Gärtner W., 1926. Theorie der Goldsublimatmethode zur Darstellung der
protoplasmatischen Glia nach Ramdn у Cajal, Z. w. M., кЪ, 166—171.
G arm us A., 1912. Die Permeabilität und das. Scheidevermögen der Drüsenzellen für
Farbstoffe und eine neue Methode vitaler Beobachtung, Z. Biol., 58, 185.
Garten S., 1904. Leitfaden der Mikroskopie, 2 Aufl., Leipzig.
G a s к e 11 J. F., 1912,1913. A method of cutting frozen sections by embedding in gelatin,
Journ. Path. Bact.
Geb ha r d t W., 1898. Ein Träger für Kulturschalen usw., Z. w. M., 15, 155.
Gebhardt W., 1900. Ueber den funktionellen Bau einiger Zähne, A. Entw. Mech., 10.
Gebhardt W., 1907. Ueber neue leicht sichtbare Mikrometerteilungen, Z. w. M.f
2A, 366.
G e d d a , 1921. Zur Altersanatomie der Kaninchen thymus, Upsala, Läkareför, s. Förh.
N. F., 26.
Geitler L., 1940. Schnellmethoden der Kern- und Chromosomenuntersuchung, Berlin,
Gebr. Borntraeger.
Gelei J., 1913. Ueber die Ovogenese von Dendrocoelum lacteum, A. Zellf., Ii, 51—150.
Gelei J., 1921. Weitere Studien über die Ovogenese von Dendrocoelum lacteum,
A. Zellf.. 16.
G e n d r e H., 1937. A propos des procedes de fixation et de detection histologique du gly-
cogene, Bull. Hist, appl., 14, 262—264.
G e о r g i J., 1918. Zur Verwendung flächenmessender Instrumente in der Mikrotechnikr
Z. w. M., 35, 175—188.
G ё r a r d P., 1935a. Sur Temploi du Noir Sudan В pour reconnaitre les inclusions de
vaseline liquide, Bull. Hist, appl., 12, 92.
G e r a r d P.., 1935b. Sur la reaction plasmale, Bull. Hist, appl,, 12, 274—278.
Gve rard P., Cordier R., 1932. Etude histophysiologiques sur le reins des Anoures,
A. de. Biol., .43, 367—413.
[Gerhard P., Cordier R., Lis on L., 1930. Sur la nature de la chromaffine,
Bull. Hist, appl., 7.
-finß;:r:ra:c;hr J.; 1871—1872. Von dem Rückenmark, Strickers Handbuch der Lehre von den
Geweben, Leipzig.
,Ct!i6 Г/l a/c h . W., Ger lach W.r 1931. Der Elementarnachweis im Gewebe, Arch.
Gewebepath, 2, 7—10. ; . . .

Литература
Gerlach W., Ger lach W., 1932. Der Elementarnachweis im Gewehe, Derm.
Woch., 95, 1497—1508.
Gerlach W.,Gerlach W., 1933. Die chemische EmissixmsspeJriralan&lysa,—
II Teil, Anwendung in Medizin, Chemie und Mineralogie, Leipzig.
G e г о t a, 1896. Zur Technik der Lymphgefäßinjektion usw. An. А п., 12, 216—224.
Gersch W., 1940. Untersuchungen über die Bedeutung der Nucleolen im Zellkernr
- Z. Zellf,, 30, '483^-528.
G e r s h I., 1932. The Altmann technique for fixation by drying while freezing., Anat.
Ree, 53, 309—337.
Geyer H., 1929. Praktische Futterkunde für den Aquarien- und Terrarienfreund, 96,-
Wegner, Stuttgart.
G h i г о n, 1913. A. ges. Phys., 150.
Gicklhorn J., 1930. Zur Frage der Lebendbeobachtung und Vitalfärbung von Chromo-^
somen pflanzlicher Zellen, Prot., 10, 345—355.
Gicklhorn J., 1931a. Elektive Vitalfärbungen im Dienste der Anatomie und Physio^
logie der Exkretionsorgane von Wirbellosen, Prot., 13, 701—724.
-Gicklhorn J., 1931b. Elektive Vitalfärbungen, Probleme, Ziele, Ergebnisse, aktuelle
Fragen und Bemerkungen zu den Methoden, Erg. Biol., 7, 551—685.
Gicklhorn J., 1931c. Entwicklung und gegenwärtiger Stand einiger Probleme und
Ziele der Vitalfärbung, Erg. Physiol., 31.
Gicklhorn J., 1936. Der Weg und die Veränderungen des Harnstoffs in der Niere von
Salamandra maculosa Laur, Prot., 26, 70—89.^
Gicklhorn J., К e 11 e r R., 1923. Elektive Vitalfärbungen als histophysiölogiscbfr
Methode bei Wirbellosen, A. exp. Zellf., 1, 501—546.
Gicklhorn J., Keller R., 1927. Ueber vitale Kern- und Plasmafärbungen a»
Pflanzenzellen, Prot., 2, 1-г16. r ...
G i e m s a G., J909. Ueber die Färbung von Feuchtpräparaten mit meiner Azur-Eosin-'
methode, D. med. Woch., 35.
G i e m s a G., 1910a. Ueber die Färbung von Schnitten mittels Azur-Eosin, D. med. Woch.r
36, 550—551.
Giemsa G., 1910b. Ueber eine neue Schnellfärbung mit meiner Azur-Eosinlosung, Münch*
med. Woch., im.
Giemsa G.., 1911. Fixierung und Färbung der Protozoen, Handb. d. pathog. Protozv
Leipzig, 1, 6—40.
'Giemsa G., 1914. Zur Schnellfärbung (Romanowsky-Färbung) von Trockenausstrichen,
Zbl. Baku, 73,1, 493—496.
Giemsa G., 1924. Zur Praxis der Giemsafärbung, Zbl. Baku, 1, 91, 343—346.
Giemsa G., 1934. Geschichte, Theorie und Weiterentwicklung der
Romanowsky-Färbung, Med. Welt., № 41.
Giemsa G., 1935. Die Romanowsky-Färbung protozoischer Blutparasiten in alten
Trockenausstrichten, Zbl. Bakter., Abt. 1, Orig., 134, 483—486.
Giemsa G., Anweisung für die Giemsa-Färbung, Erhältl. bei Dr. Hollborn u. Söhner
Leipzig.
G h i г о n M., 1913. Ueber die-Nierentätigkeit, Pflüg. A., 150, 405—422,.
von Gier eke G., 1916. Herstellung von Dauerpräparaten mit Oxydasereaktion, Zbl*
Path., 27, 318. 4
Giroud A., 1931. Les substances a fonetion sulfhydrile du protoplasm a, Prot., I2r
23—41.
Giroud A., 1938. Reparition de la Vitamine С dans Torganisme, Erg. Vitam.- и. Hormon-
forsch., 1, 68—113.
Giroud A., Bulliard H., 1929. Substances ä fonetion sulfhydrile de l*epidermer
Bull. Assoc. Anat., № 18, 248^250. .
Giroud' A., Bulliard H., 1930. La keratinisation de Tepiderme et desphaneresr
Genese des substances soufrees de la keratine, A. de Morph., Fase. 29. _
Giroud A., Leblond С. P., 1934. Recherches histochimiques sur l'acide ascorbi^
que ou Vitamine C, Bull. Hist, appl., 11, 365.
Glaessner K., Wittgenstein H., Ham perl H., 1925. Neue Funktion--
sprüfung des Magens, A. Verd. Krh, 34, 303—324.
G ö m ö r i G., 1934. Der mikrotechnische Nachweis unlöslicher Kalksalze in den Gewebenr
Virch, A., 286, 682-^689.
Gömöri G., 1937. Silver'impregnation of reticulum in paraffin sections, Amer. Journ*
Path, 13, 993—1002.
Globus J. H., 1927. The Cajal and Hortega Glia staining methods, Anew step
in^the preparation of formaldehyd-fixed material, Arch. Neuroh a. Psych, 8,
G ö p рче r t, Cohn, 1843..Ueber die Rotation des Zellinhaltes von Nitella üexibili8,Botan.
Zeitg., №. 37.
G о 1 dm an n E.f 1909. Die äußere und innere Sekretion usw., Beitr. .z.4klin. Chir., 64,
192—265. - .
39*

Литература
Goldmann E.r 1912. Neue Untersuchungen über die qußere und innere Sekretion des
gesunden-jund-kranken Organismus im Lichte der yitalen Färbung, Tübingen.
-Goldmann J., 1929. Zur Frage der Lipoidgranula in den Blutelementen der
blutbildenden Organe und des peripherischen Blutes, Z. mikr.-anat.,F.r 18, 143—158.
Goldmann J., 1929. Ueber die Lipoidfärbung mit Sudan (Scharlach R)-a-Naphthol,
ZbLr 46, 289—290.
-Goldner J., 1938. A modification of the Masson tri chrom technique for routine
laboratory purpose, Amer. Journ. /ОДг.,14, 237—243.
Goldschmidt R., 1917. Versuche zur Spermatogenese in vitro, A. Zellf., 14, 421—450.
G о 1 g i C., 1894. Untersuchungen über den feineren Bau des zentr. und periph,
Nervensystems, Jena.
•G о 1 g i C., 1908. Une methode pöur la prompte et facile demonstration de l'appareil reti-
culaire interne des cellules nerveuses, A. ital. Biol., 49, 269—274.
Головин E., 1902. Sur le fixage du Neutralrot, Z. w, M., 19, 176—185.
«Gottlieb В., 1914. Die vitale Färbung der kalkhaltigen Gewebe, An. An., 46,
179—194. '
Gottlieb В., 1915. Untersuchungen über die organische Substanz im Sehmelz, österr-
ung. Vierteljahr sehr. f. Zahnheilk:
Grabower, 1902. Ueber Nervenendigungen im menschlichen Muskel, А. т. A., 60,1—16.
G r ä f f S., 1916a. Eine Anweisung zur Herstellung von Dauerpräparaten bei Anwendung
der Naphtholblau-Oxydasereaktion mit einigen Bemerkungen zur Theorie und Technik
der Reaktion, Zbl. Path., 27> 313—318.
Gräff S., 1916b. Gelatineeihbettung für Gefrierschnitte, Münch, med. Woch., 63,
1482—1483.
Gräff S., 1918. Die Anwendung neuerer histologischer Untersuchungsmethoden für das
Auge, Klin. МЫ. f. Augenheilkunde, 61.
Gräff S., 1922. Die physikalischrchemischen Grundlagen des «Mi-Effektes der Nadireak-
tion» (Indophenolblausynthese), Zbl. Path., 32, 337—341.
Gräff S.r 1922. Herstellung und Bestimmung der Wasserstoffionenkonzentration in
«Nadi»—Gemischen, Z. allgf Phys., 20, 85—99.
Gräff. S., 1922. Intracellular Oxydation und Nadireaktion, Ziegl., В., 70,1—19.
Gräff S., 1922. Die mikromorphologischen Methoden der Fermentforschung im tierischen
und pflanzlichen Organismus, Handb. d. biol. Arbeitsmeth., her. v. Abderhalden,
Abt., 4, Teil 1, H. 1, 93—142* Lief. 78.
Gräff S., 1924. Ein Verfahren zur Bestimmung der Wasserstoffionen-Konzentration im
Gewebe mit Indikatoren, Ziegl. В., 72, 603—620.
Gräper, 1911. Beobachtung von Wachtumsvorgängen an Reihenaufnahmen lebender
Hühnerembryonen nebst Bemerkungen zur vitalen Färbung, A. Entw. Mech., 33, 313.
Graham, цит. по Hallmann, 1941.
•Grandis, M a i n i n i, 1900. Sur une reaction coloree, qui permet de reveler les sels de
calcium deposes dans les tissue organiques, Arch. ital. Biol., 34, 73—78.
Graupner H.f Wei f berger A., 1931. Ueber die Verwendung des Dioxans beim
Einbetten mikroskopischer Präparate, Zool. Anz., 96 , 204—206.
G r e e f f R., 1901. Anleitung zur mikrosk, Untersuchung des Auges, 2 Aufl.
G r e e n m.a n M. J., D u h r i n g F. L., 1931. Breeding and Care of the albino rat for
research purposes, The Wistar Institute, Philadelphia.
Grenacher A., 1879. Einige Notizen zur Tinktionstechnik, besonders zur Kernfärbung,
А. т. А., 16, 463—471.
Groat R. А., 1939. Two new mounting media Superior to Canadabalsam and gum damar,
Anat. Ree, 74, 1—6.
G г о b ё t у J., 1947. Veränderungen des Zellbildes der Langerhansschen Inseln unter dem
Einfluß von Alloxan, Acta Anatom., 3, 194—208.
Groll O., 1924. Ueber Transplantation von Rückenhaut an Stelle der Conjunctiva bei
Larven von Rana fusca, А. т. А. u. Entw. M., 100, 385—429.
Groß W., 1911. Experimentelle Untersuchungen über den Zusammenhang zwischen
histologischen Veränderungen und Funktionsstörungen der Niere, Ziegl. В.,Ы.
Groß W., 1930. Zur Technik der Fettfärbung , Z. w. M., 47, 64—68.
Groß W., Lohaus H., 1932. Untersuchungen über die Wirkung von
Härtungsflüssigkeiten auf tierische Gewebe, Z. w. M., 49,: 168—190.
Grosser O., 1900. Injektion mit Eiweißtusche, Z. w. M., 17.
Grosser O., 1927. Frühentwicklung, Eihautbildung und Placentation deß Menschen
und der Säugetiere, München.
Grosser O., 1932. Ueber das wahre Alter menschlicher Embryonen,. An. An., 73,
433—496.
Grosso GM 1912. Zur Unterscheidung der pseudo-eosinophilen Spezialzellen des
Kaninchens von den echt acidöphilen durch die simultane, direkte Färbung mit einem
Methylgrün-Pyronin-Orange-Neutralgemisch, Fol. haem., 14, 13—17.
Groth W,, 1931. Winkelmeßokular zu mikroskopischen Winkelmessungen, Z. w. M., 48,
96—98.

Литература
Grünwald P., 1932. Eine Methode zur Bestimmung des Endtermins der Entkalkung1,
Z. w. M., 49, 238—240.
Grynfellt, Cristol, 1923. Soc. Chim. BioL, 5, 797.
Guiliiermond A., 1919. Observations vitales sur le chondriome des vegetauxr
Reo. gener. de bot., 3i. 9
Guizetti P., 1927. Sulla struttura della pars intermedia dell' Hypophysis cerebri
dell4iomo, Lo.Sperim, 80, 665—734.
Gutherz S., 1922. Das Heterochromosomen-Problem.bei den Vertebraten, A. m. A.f
96, 85—UO.
Ha am E., 1931. Blut uri^ blutbildende Organe. 1. Kaninchen, 155—179, 2. Maus,.
205—220, Anat. u. Path, kleiner Laboratoriumstiere, her. v. Jaffe, Berlin.
Haberland F. 0., 1934. Die operative Technik des Tierexperiments, 2 Aufl., J. Sprin*
ger, Berlin.
Haberlandt L., 1918. Kulturversuche an Froschleukocyten, Z. BioL, 69, 275—292,
H a b e r 1 a-n d t L., 1919. Ueber Vitalfärbung an Froschleukocyten, Z. BioL, 69,331—348,
H a d e n, цит. no McClung, 1937.
H a d о r n Е., 1932. Ueber Organentwicklung und histologische Differenzierung in trans*
plantierten merogonischen Bastardgeweben, A. Entw. Mech., 125, 495—565.
Hadjioloff A., 1937. Sur les lipides dans la cellule animale, Methodes d 'analyse et
resultats personnels, A. exp. Zellf., 19, 213—216..
Hadjioloff A., 1938. Beiträge zur qualitativen und quantitativen Mikroanalyse der
Lipide in den Zellen und Geweben, Jb. Univ. Sofia. Med. Fak., 17, 393—399; Z. Zellf.
27, 528—533.
Hadjioloff A., 1938a. Coloration des lipides au moyen de solutions hydrotopes de*.
Sudan et d'autres lipocolorants, Bull. Hist, appl., 15, 37—41.
Hadjioloff A., 1938b. Coloration intaavitale des lipides cellulaircs chez les animaux*
I. La voie enterale, Bull. Hist, appl., 15, 81—98.
Hadjioloff A., 1938c. Coloration intravitale des lipides cellulaires chez les animaux,
II. La voie parenterale, Importance, biologique de la coloration intravitale des lipides.
Bull. Hist, appl., 15, 113—129.
Нас k,m a n n Ch., 1933. Beitrag zur Technik der Schmttveraschung, Virch. A., 290, 749.
Hackmann Ch., 1942. Der Nachweis von Sulfamidverbindungen in histologischen
Schnitten, Med. u. Chem., 4, 134—137. .
Hacker V., 1899. Praxis und Theorie der Zellen- und Befruchtungslehre, G. Fischer,
Jena.
Häggquist G., 1933, Eisenchloridhämatoxylin, Z. w. M., 50, 77—82.
H ä 1 1 s t e n, 1886. Ein Kompressorium für mikroskop. Zwecke, Z. Biol., 22.
Haff R., 1914. Bindegewebs-und Blutbildungsprozesse in der embryonalen Leber des
Huhnes, А. т. A., 84, I, 321—350.
Haitiüger M., 1938. Fluorescenz-Mikroskopie, Ihre Anwendung in der Histologie und
Chemie, Akad. Verl. Ges. Leipzig.
Haitinger M., Hamperl H., 1933. Die Anwendung des Fluorescenzmikroskops
zur Untersuchung tierischer Gewebe, Z. mikr.-anat., F., 33, 193—221.
Hallheimer S., 1925. Zur Pathologie der Cyankaliumvergiftung, Eine experimentelle
Studie zur Wirkung des Gyankal. auf die Oxydasereaktion, Ziegl., В., 73, 80—112.-
H а 11 m an n L., 1941. Klinische Chemie und Mikroskopie, 2 Aufl., Thieme, Leipzig,
Hamburger H. J., 1908. Injektionen mit Eiweiß- und Serumtusche zu
mikroskopischen Zwecken, Z. w. M., 25, 1—3.
H a m m а r F. A., 1910. 50 Jahre Thymusforschung, Erg. Anat. Entw., 19. .
H a m m а r F. A., 1914. Methode, die Menge der Rinde und des Marks der Thymus, sowie
die Größe und Anzahl der Hassallschen Körperchen zahlenmäßig festzustellen, Z. ang.
An. u. Kon., 1, 311—396.
H a m m а r F. A., 1924. Methode, die Menge des Marks der Rinde und der Rindenzone,
sowie die Menge und Verteilung der Lipoide der menschlichen Nebenniere zahlenmäßig
festzustellen, Z. mikr.-anat., F., 1, 85—190.
H a m m а r F. A., 1926a. Ueber Methoden, die Größe und Anzahl der Hassallschen Körper
der Menschenthymus zahlenmäßig festzustellen-, nebst einigen Worten über das
numerische «Korpuskelproblem» überhaupt, Z. mikr.-anat. F., 6, 399—408.
H a mm ar F. A., 1926b. Die Menschenthymus in Gesundheit und Krankheit, 1 Teilr
Das normale Organ, Z. mikr.-anat.,F., Ergänzugsch. z. 6 Bd.
Hammar F. A., 1927. Artikel «Thymus», Enzykl. mikr. Techn., 3, 3 Aufl., 2161—2168.
H a m m a.r F. A., 1932.Ueber' Wachstum und Rückgang, über Standardisierung, Indi-«
vidualisierung und bauliche Individualtypen im Laufe des normalen PostfötallebenSj?
Z. mikr.-anat.., F., 29, 1—540.
Hammar F. A., Heflm ä n n, 1920. Ein Fall von Thyreoplasie unter Berücksichtig;
gung gewisser innersekretorischer und lymphoider Organe, 1. Die innersekretorische»
Organe, Z. ang. An.u. Kon., 5, 218^-267.
Hammar F. A., Hellmann, 1922. Die lymphoiden Organe, Z. Konstitut, 8r„
336—360.

614
Литература
Н a m nvo n d D. J., 1925. Reproduction in the Rabbit, Biol. Monongr. and Manuals, 4,
Oliver und Boyd, Edinburgh.
Hamperl H., 1926. Die färberische Darstellung der Hauptzellengranula in der
menschlichen Magenschleimhaut, Virch. A., 259, 179—185. .
H a m p e r 1 H., 1931. Beiträge zur normalen und pathalogischen Histologie menschlicher
'* Speicheldrüsen, Z. mikr.-anat, F., 27, 1—55. - .
Hamperl H., 1932. Was sind argentaffine Zellen? Virch. A.> 286, 811—833.
Hann F., Sauberer F., 1934. Elektrisch heizbare Modellierspatel, Z. w. M., 51,
370—373. , ,
H a n s e n Fr., С. C, 1895. Eine schnelle Methode zur Herstellung des Böhmerschen Häma-
toxylins, Zool. Am., № 473.
Hansen Fr. С. C, 1898a. Eine zuverlässige Bindegewebsfärbung, An. An;, 15,151—153.
Hansen Fr. С. C, 1898b. Ueber die Genese einiger Bindegewebssubstanzen, An. An.,
16, 417—438.
Hansen Er. C.C, 1905. Untersuchungen über die Gruppe der Bindesubstanzen, I.. Der
Hyalinknorpel, Anat. H., 27.
Hansen Fr. С. C. 1908. Ueber die Ursachen der metachromatischen Färbund bei gewissen
basischen Farbstoffen, 1. Abschn., Z. w. M., 25, 145—153.
Й а г r i s H. F., 1898. A new method of ripening haematoxylin, Micr. Bull., 47/
Harrison R. G., 1908. Embryonic transplantation and development of the nervous
~ system, Anat. Ree, 2, 385—410.
Harrison R. G., 1910. The outgrowth of the nerve fibre as a niode of protoplasmic
movement, Journ. exp. Zool., 9, 787.
fiartmann A., 1928. Milz, Handb. d. mikr. Anat., her. v. Möllendorff, 6, 1 Teil,
397—563.
Hartoch W., 1932. Mikroskopische Lebendbeobachtüng der Säugetierschilddrüse;
Klin. Woch., 2; 1224.
fiarvarth, пит. по Hallmann, 1941.
Hase brock K., 1921. Untersuchungen zum Problem des neuzeitlichen Melanismus der
Schmetterlinge, Fermentforschung, 5.
Я a s e gawa, 1923. Ueber die Carcinoide des Wurmfortsatzes und des Dünndarms, Virch.
A., 244.
fiaug R., 1891. Die gebräuchlichsten Entkalkungsmethoden, Eine technisch-histologi-
sche Studie,' Z. w. M., 8,
fleerfordt C. F., 1900. Studien über den Musculus dilatator pupillae, Anat. H., 14,
487-558. . ■ . -
Heidenhain M., 1892. Ueber Kern und Protoplasma, Festschr. f. Kölliker, Leipzig.
Heidenhain M., 1894. Neue Untersuchungen über die Zentralkörper und ihre
Beziehungen zum Kern und Zellprotoplasma, А. т. A., 43, 423—758.
HeidenhainM., 1896. Noch einmal über die Darstellung der Zentralkörper durch Eisen«;
hematoxylin nebst einigen allgemeinen Bemerkungen über die Hämatoxylinfarben,
Z. w. M., 13, 186—199.
Heidenhain M., 1901. Ueber eine Paraffineinbettung mit Schwefelkohlenstoff als
* ' Durchgangsmedium, Z. w. M., 18, 166—170.
Heidenhain M., 1902. Ueber chemische Umsetzungen zwischen Eiweißkörpern und .
Anilinfarben, Pflüg. A+, 90.
Heidenhain M., 1903a. Ueber die Verwertung der Zentrifuge bei Gelegenheit der
Herstellung von Präparaten isolierter Zellen zu Kur zwecken, Z. w. M., 20, 172—187.
Heidenhain M., 1903b. Ueber die zweckmäßige Verwendung des Kongo und anderer
Amidoazokörper, sowie über neue Neutralfarben, Z. w. M., 20, 179—186.
Heidenhain M., 1903c. Neue Versuche über die chemischen Umsetzungen zwischen
Eiweißkörpern und Anilinfarben, insbesondere unter Benutzung der Dialyse, Pflüg.
A., 96.
Heidenhain M., 1905a. Ueber die Massenfärbung mikroskopischer Schnitte auf
Glimmerplättchen, Z. w. M., 22, 330—336.
Heidenhain M., 1905b. Trichloressigsäure als Fixierungsmittel, Z. w. M,, 22,
321—324.
Heidenhain M., 1905c. Ueber Färbung von Knochenknorpel für Kurszwecke, Z. w.
M., 22, 325—330.
Heidenhain M., 1905d. Ueber die Anwendung des Azokarmins und der Chromotrope,
Z. w. M., 22, 337—343. .
Heidenhain M., 1907. Plasma und Zelle, 1. Abt. 1, Liet, Jena..
H-e idenhain M., 1908a. Ueber die Haltbarkeit mikrosk. Präparate usw., Z. w. id.,
25, 397—400.
Heidenhain M., 1908b. Ueber Vanadiumhämatoxylin, Pikroblauschwarz und Kon-
. go^Korinth, Z. w.M., 2b, 401—410.
Heidenhain M., 1911. Plasma und Zelle, 1. Abt..2. Lief,. Jena. . .
Hei de nhain M., 1913. Ueber. die Bearbeitung der Sehnen zu Kurszwecken, Z. w. M.%
30, 161—167.

Литература
615
Heidenhain М., .1915. Ueber die Mallorysche Bindegewebsfärbung mit Karmin und
Azokarmin als Vorfarben,. Z. w. ДГ., 32, 361—372.-
H e i ,d e n h a i n M., 1916a. Das Anhauchen des Blockes als Hilfsmittel beim Abziehen
der Paraffinschnitte, Z. w. M., 33, 235—237.
H ei d.e n h a i n M., 1916b. 25 jähre Eisenhämatoxylin, Z. w. M., 33, 225—231.
Heidenhain M., 1917. Ueber neuere Sublimatgemische, Z. w. M., 33, 232—234.
Heidehhain'M., 1918Г. Ueber progressive Veränderungen der Muskulatur bei Myotonia
. atrophica, Ziegl, В., 64, 198—225. j :
Heidenhain M., 1920. Neue Grundlegungen zur Morph, der Speicheldrüsen,
An. An., 52. * — v
Heidenhain M., 1921. Ueber die teilungsfähigen Drüseneinheiten oder Adenomeren,
A. Entw. Mech., 49.
Heidenhain M., 1926a. Artikel «Benzolichtbordeaux», Enzykl. mikr. Techn.-, 3
Aufl., 1, 158.
-Heidenhain M., 1926b. Artikel «Färbungen»* Enzykl. mikr. Techn., 3 Aufl., 1,
680—687.
Heidenhain R., 1870. Untersuchungen über den Bau der Labdrüsen, A. m. A.t 6,
368—406.
Heidenhain R., 1880. Physiologie der Absonderungsvorgänge, Handbuch der
Physiol. von L. Hermann, 5, 1—420.
Heidenhain R., 1886. Eine Abänderung der Färbung mit Hämatoxylin und
chromsauren Salzen, А. т. A., 27, 383—384.
Heindenhain R., 1888. Beiträge zur Histologie und Physiologie'der
Dünndarmschleimhaut, Pflüg. A., 43.
Heidermanns C., Wurmbach H., 1934. Eine Methode zum histochemischen
Nachweis geballten Phosphats im Gewebe , Z. w. M., 51, 375—378.
Heim L., Skell F., 1931. Anleitung zur Mikrophotographie, Jena.
H e rmstä d t O., 1921. Ein stereoskopischer Aufsatz für Mikroskope, Z. w. M., 38,
321—333.
Heimstädt O., 1923. Eine neue Strahlenleitung für stereoskopische Mikroskopie,
Z. w. M., 40, 271—278.
H e in e H., 1931. Der Ultropak, Z. w. M., 48, 450—465.
Heineke H., 1905. Experimentelle Untersuchungen über die Einwirkung der
Röntgenstrahlen auf das Knochenmark usw., Deutsche Zeitschrift für Chirurgie, 78.
Held H., 1909. Ueber die Neuroglia marginalis der menschlichen Größhirnrinde,
Monatsschr. f. Psych, u. Neurol. (Ergänzgh. z. Bd. 26, Festschr. f. Fleichsig),
360—416.
Held H., 1909. Untersuchungen über den feineren Bau des Ohrlabyrinthes der
Wirbeltiere, II Teil, Abhandl. K. Sachs. Ges. Wiss. math.-physik. Kl., 31, 195—294.
Held. H., 1917. Untersuchungen über den Vorgang der Befruchtung, I. Der Anteil des
. Protoplasmas an der Befruchtung von Ascaris megalocephala , А. т. A., 89, II, 65—76.
Hellmann Т. Ъ., 1922. Studien über das lymphoide Gewebe, 4, Zur Frage des status
lymphaticus, Z. Konstitut,. 8, 191—219.
H e 11 у К., 1904. Eine Modifikation der Zenkerschen Fixierungsflüssigkeit, Z. w. M., 20.
H e 11 у К., 1913. Wiederherstellung vertrockneter Präparate, Verh. D. path. Ges.
НепскеГ К. О., 1929. Die Mikroveraschung, Handb. biol. Arb. Methoden, Abt. 5, Teil
2/2, 1471—1477.
Henke, Zeller, 1905. Aceton zur Paraffinschnelleinbettung, Zbl. Path., 16.
H e n 1 e J., 1871. Handbuch der systematischen Anatomie des Menschen,4 3, Abt. 2
Vorrede.
Henle J., 1941. Allgemeine Anatomie, Leipzig.
H e n n e g u y, 1891. Nouvelles recherches sur la division cellulaire indirecte, Journ. anat.
Phys., 27, 397—422.
H e r f о r t, 1900. Die Reifung und Befruchtung des Eies von Petromyzon fluviatilis, A. m.
A., 57, 54—94.
Hering a G. С., 1928. Die Herstellung mikroskopischer Dauerpräparate; Method, d.
wiss. Biol., her. v. Peterfi, 1, 587—638.
Heringa G. C., 1931. Kleine Notiz bezügl. der Gelatinegefriermethode, Z, w. M., 48, 79.
öeringa G. C., 1933. Reticulin und Kollagen, Z. mikr.-anat. F., 34, 459—484.
Heringa G. C., 1939. Chemische und färberische Fettdarstellung in der Zelle, Z. exp.
. Zellf., 22, 632—636.
Herin с a G. C, ten Berge B. S., 1923. Eine Gelatine-Gefriermethode für die
Anfertigung mikroskopischer Präparate, Z. w. M., 40, 166—177.
Hermann F., 1893. Technik. Methoden zum Studium des Archiplasmas und der
Centrosomen tierischer und pflanzlicher Zellen, Erg. Anat. Entw., 2, Abt. 2, 23—36.
Hermann F., 1894. Notiz über die Anwendung des Formalins als Härtungs- und
Konservierungsmittel, An. An., 9, 112—115.
Herr era J. M., 1932. Methode de coloration ä T'oxalate ethylaminoargentique, Trav.
Labor. Rech. Biol. Univ. Madrid, 27.

616 Литература
Н в г t w i g G., 1929. Allgemeine mikroskopische Anatomie der lebenden Masse. Handb.
d. mikr. Anat. d. Menschen, her. v. Möllendorff, 1, I-Teil.
Her twig G., 1930. Das Verhalten der Nervenzellen gegenüber der. Nukleälreaktion, Sitz*
her. Naturf. Ges. Rostock, 3.
Hertwig G., 1931, Der Einfluß der Fixierung auf das Kern- und Zellvolumen, Z. rnikr.^
anat., F., 23, 484—504.
Hertwig O., 1883. Die Entwicklung des mittleren Keimblattes der Wirbeltiere, Jena.
Hertwig 0.,Poll H., 1907. Zur Biologie der Mäusetumoren, Abh. K. PreuQ. Akad.
Wiss.
van He rwerden M.A., 1925. Reversible Gelbildung in Epithelzellen der
Froschlarve und ihre Anwendung zur Prüfung auf Per me abi Ii tätss unterschiede in der lebenden
Zelle, A. exp. Zellf., 1, 145—159.
van He rwerden М- A., 1925. Umkehrbare Gelbildung in den Zellen eines
mehrzelligen Organismus, Biol. Zbl., 44, 579—582.
yan Herwerden M. A., 1926. Umkehrbare Gelbildung und histologische Fixierung,
Prot., 1, 366-371.
Herxheimer G., 1901. Ueber Fettfärbstoffe, D. med. Woch., 607.
Herxheimer G., 1909. Ueber eine neue. Fibrinmethode, Münch, med. Woch., 1695.
Herxheimer G., 1912. Technik der pathol-histolog. Untersuchung, Wiesbaden.
Herxheimer G., 1915. Ueber die Darstellung membranartiger Bildungen im
menschlichen Gewebe, Berl. klin. Woch., 52, 1040.
Herxheimer K., 1889. Ueber eigentümliche Fasern in der Epidermis usw., A. Derm.
Syph., 21.
Herzenberg H., 1924. Ueber vitale Färbung des Amyloids, Virch. A., 253, 656—660.
Herzenberg H., 1926. Ueber vitale Färbung des Amyloids, 2. Mitt., Virch. A., 260,
467—473.
Herzfeld E., 1917. Ueber die Natur der am lebenden Tier erhaltenen granulären Fär-
, bungen bei Verwendung basischer und saurer Farbstoffe, Anat..H., 54, 447—523.
Herzog, 1926. Artikel «Auge», Enzykl. mikr. Techn., 3. Aufl., 1, 95—135.
Hesse-Dof lein, 1910, 1914. Tierbau und Tierleben, II. Das Tier als Glied des
Naturganzen von Fr. Doflein, Teubner, Leipzig und Berlin.
Heudorfer K., 1921a. Ueber den Bau der Lymphdrüsen, Z. Anat. u. Entw. g., 61;
365—401.
Heudorfer K., 1921b. Ueber das Hauptpigment und seine Beziehungen zur Addison-
sehen Krankheit, Münch, med.-Woch.
H i с к s о n J. S., 1901. Staining with Brazilin, Quart. Journ. Micr. Sc, 44, N. F.
Hillarp N., 1946. Structure of the Synapse and the peripheral innervation apparatus
of the autonomic nervous system, Acta.Anatomica, Suppl. 4, 153.
Hintzsche E., 1938. Das Aschenbild tierischer Gewebe und Organe (Methodik und
Ergebnisse), Erg. Anat. Entw., 32, 63—136.
Hintzsche E., Wermut h, 1932. Beitrag zur Histochemie der
Knochenbruchheilung, Z. mikr.-anat. F., 28, 1—46.
Hirsch G. Ch., 1931a. Die Lebendbeobachtung der Restitution des Sekretes im
Pankreas, II Teil, Analyse des Restitution mittels Röntgenstrahlen, A. Entw. Mech.,
123, 792:
Hirsch G. Ch;, 1931b. Die Lebendbeobachtung der Restitution des Sekretes im Pankreas,
III Teil, Die wechselnde Perineabilität der Pankreaszelle als limitierender Faktor
der vitalen Neutralrotfärbung, Z. Zellf., 14, 517—543.
Hirsch G. Ch-, 1932a. Die Lebendbeobachtung der Restitution des Sekretes im Pankreas,
I Teil, Die Restitution der Granula nach Pilokarpinreizung, Z. Zellf., 15, 35—68.
Hirsch G. Ch., 1932b. Die Lebendbeobachtung der Restitution des Sekretes im Pankreas,
IV Teil, Die Restitution der Drüse als Ganzes nach Pilokarpinreizung, Z. Zellf., 15,
290—310.
Hirsch G. Ch., 1939. Form- und Stoffwechsel der Golgi-Körper,
Protoplasma-Monographien, 18, 394.
Hirsch G. Ch., Bret Schneider L. H., 1937. Intraplasmatischer Stoffwechsel
bei Ascaris, I. Arbeitsräume in der Darmzelle, die Einwirkung des Hungerns auf die
Sekretbildung, Cytologia (Festschrift Fujii), 424.
Hirsch G. Ch., Bretschneider L. H., 1938. II. Die Adsorption von Eisen in
den Darmzellen und die Beteiligung der Golgi-Körper hierbei, Prot., 29, 9—30.
Hirsch G. Ch., Jacobs W., 1926. Experimentelle Untersuchungen über das
Wesen der Fixierung, Z. Zellf., 3, 198—228.
Hirschfeld» H., 1937. Eine einfache neue Oxydasereaktion, Fol. haem., 56, 46—48.
Hirschfeld H., Hittmair, -1925. Ergebnisse und Fehlerquellen bei der
supravitalen Färbung des Blutes, Fol. haem., 31.
Hirschl&r J., 1943. Grundsätzliches über Osmiumfixierung und Osmiumfärbung,
Z. w. M., 59, 113—130.
Hirschler J., Romaniszyn W., 1940. Strecken von Paraffinschnitten in einer
Feuchtkammer, Z. w. M., 57, 301—304.

Литература
617
Hirt А., 1930. Zur Innervation der Niere und Nebenniere des Frosches, Z. Anat. u. Entw.
g., 91, 580-593.
Hirt A., 1938. Luminiszenzmikroskopische Untersuchungen an den Mastzellen der
lebenden Maus, Verh. Anat. Ges., 97—104.
Hirt A., 1939. Luminiszenzmikroskopische Untersuchungen am Nervensystem des
lebenden Tieres, Verh. Anat. Ges., 25—42. \
Hirt A., Ansorge J., Mark strahier H., 1939. Luminiszenznükroskopische
Untersuchungen an der lebenden Frosch- und Rattenleber, Die Ausscheidung.von Fluo-
rescin und Trypaflavin, Z. Anat. u. Entw. g., 109, 1—32.
His W., 1861. Untersuchungen über den Bau der ^Lymphdrüsen, Z. w. Zool., 11.
His W., 1868. Untersuchungen über die erste Anlage des Wirbeltierleibes, Leipzig.
His W., 1887. Ueber die Methoden der plastischen Rekonstruktion usw., An. An.,
2, 382.
Hochstetter F., 1931. Ueber eine Abänderung des Objektträgers der von Greil
angegebenen Einrichtung zur photographischen Aufnahme der Körperoberfläche von
Embryonen bei schwacher Vergrößerung, Z. mikr.-anat. F., 26, 309—326.
H ö b e r, 1914. Physikal. Chemie der Zellen und Gewebe, 4 Aufl., 81.
H о eh 1 E., 1897. Zur Histologie des adenoiden Gewebes, A. Anat. Physiol., Anat: Abt;,
133—152. -rr ,
H о e p к e H., 1930. Histologische Technik der Haut., Berlin, Springer.
H о e p к e H., 1939. Celodal, ein neues Einbettungsmittel, Richtlinien für seine Anwendung,
Z. w. M., 56, 453^-458.
H о e r r N. L., 1936a. Histological studies on lipins, I. On osmic acid as a.microchemical
reagent with special reference to lipins, Anat. Ree, 66, 149—171.
H о e r r N. L., 1936b. Histological studies on lipins, II. A cytological analysis of the
liposomes in the adrenal cortex of the guinea pig, Anat. Ree., 66, 317—342.
H о e r r N. L., 1936c. Cytological studies by the Altmann-Gershfreezing-drying-method,
I. Recent advances in the technique, Anat. Ree, 65, 293—318.
Hoffmann E., 1921. Ueber die als Leuchtbildmethode bezeichnete Art der
Dunkelfeldbeleuchtung, Med. Klin., H. 29; Handb. der mikro-biologischen Techn. v. Kraus-
Uhlenhut, 1, 70—76, 1923.
H о 1 b о 11 , 1941. Цит. по L. Hallmann, 1941.
Hollande A. Ch., 1918. Enrichissement du liquide fixateur de Bouin en acide picrique;
par addition d'aeetate neutre de cuivre,. C. R. Soc. biol., 81, 17.
Hol 1 ä t z W., 1922. Das Massenverhältnie von Rinde zu Mark in der Niere des Menschen
und einiger Säugetiere und seine Bedeutung für die Nierenformen, Z. Anat. u. Entw.
g., 65, 482-494.
H о 11 b о r n K., 1936. Eine neue Universalfärbemethode,^Z. w. Mipffi, 46-^47.
H о 1 1 b о r n K., 1937. Welche Vitalfärbemittel lösen sich im Meerwasser? Z. w. M.»
. 54,, 98.
H о 1 m a n n J. L. H. A., 1924. Recherches sur la localisation de Гигёе dans le rein, Bull.
Hist, appl., 1, 256.
H о 1 m e r A. J., 1927. Histologische Untersuchung über den Bau der Gallenkapillaren beim
. Menschen mit Hinsicht auf die Funktion der Leberzellen, Diss., .Utrecht.
Holmgren E., 1899. Weitere Mitteilungen über den Bau der Nervenzellen, An. An.,
16, 388—397.
Holmgren E., 1901. Beiträge zur Morphologie der Zelle, 1. Nervenzellen, Anat. H.,
18, H. 59, 267—325.
Holmgren F., 1874. Methode zur Beobachtung des Kreislaufs in der Froschlunge,
Beiträge zur Anat. und Physiol., Festgabe für Ludwig, Leipzig.
Holmgren H., 1933. Beitrag zur Erkenntnis der Funktion der Leber, Z. mikr.-anat. F. r
.32, 306—332.
Holmgren H., 1937, Funktion und Chemie der Ehrlichschen Mastzellen, Verch, Anat.
Ges., 31—37.
Holmgren H., 1938. Eine neue Methode zur Fixierung der Ehrlichschen Mastzellen,
Z. w. M., 55, 419—461.
Holmgren H., 1940. Studien über Verbreitung und Bedeutung der chromotropen
Substanz, Z. mikr.-anat. F., 47, 489—521.
Holmgren H.,Wilander O., 1937. Beitrag zur Kenntnis der Chemie und Funktion
der Ehrlichschen Mastzellen, Z. mikr.-anat. F., 42, 242—278.
Holtfreter J., 1931. Ueber die Aufzucht isolierter Teile des Amphibienkeimes, A.
Entw. Mech.,m, 404—466.
H о 1 z e r W., 1921a. Ueber eine neue Gliafärbung, Allgem. Z. Psychiat., 77, 358.
H о 1 z e r W., 1921b. Ueber eine neue Methode der Gliafaserfärbung, Z. ges. Neur., 69;
354—363.
Hoinann E., 1925. -Zum Problem der Konservierung makroskopischer Präparate für
pathologisch-anatomische Lehr- und Schausammlungen, Z. w. M., 42, 383—395.
H о m a n n H., 1924. Der Vertikalilluminator als Augenspiegel bei kleinen Augen, Biol.
* Zbl., 44, 582—591.

618
Литература
Н о р к i lis А. Е:у-1924. The appearance of. Nißlsubstance in nerve cells following
variations in fixation, Anat. Ree., 28, 157—163. . ,
H о r h о w s к LcH., 1913. Ueber die gleichzeitige Färbung der elastischen Fasern und dee
Fettgewebes, Zbl. Path., 24, № 20.
Howe 11 W. Hs;* H о 11, 1918. Two new factors in blood Coagulation-Heparin and.Proä-
tithrombin, Amer. Journ. Physiol., 47, 328—341.
H О y*e г H'.'r 1890. Ueber den Nachweis des Muzins in Geweben mittels der Färbemethode,
: - А.ш. A.,Z6, 310—374.
H о у e r H., 1910. Injektion der Blut- und Lymphgefäße, Enzykl. mikr. Techn., 2 Aufl.,
634—697. . ;
Hruby J.,. 1941. Untersuchungen an der Schilddrüse mit der Tannin-Eisenmethode,
Z. mikr.-anat. F., 49, 626—643.
H u b e г P., 1942. Dioxan, seine mikrotechnische Verwendung und seine Gefahren,
Mikrokosmos, 35, 179—181.
Hürck W., 1912. Pigmentetudien, Ziegl. В., 54, 68—232.
Hueck W., 1921.-Die pathologische Pigmentierung, Handb. d. Allgem. Pathol., her.
von Krehl-Marchand., 3, 2 Abt., 298—481. ,
H u e t e r G., 1911. Zur Technik der Bindegewebsfärbung, Zbl. Path., 22.
HürthleK., 1931. Zur Kenntnis der Struktur des ruhenden und des tätigen .Froschmuskels,
2 Mitt., Ueber die Fixierung des. Muskels im Zustand der Verkürzung durch tiefe
Temperatur, Pflüg. A., 227, 585—608.
Jackson C. J., 1904. Zur Histologie und Histogenese des Knochenmarkes, A. Anat.
• Physiol., Anat. Abt., 33—70.
Jacob, 1943. Die «Präparate-Kartei» und ihre Nutzanwendung, Mikrokosmos, 36, 73—75.
J а с о b j W., 1942. Die verschiedenen Arten des gesetzmäßigen Zellwachstums und ihre
Beziehung zur Zellfunktion, Umwelt, Krankheit, maligner Geschwulstbildung und
innerem Bauplan, Roux A., 141, 584—693.
Jacobs W., 1927. Der Golgische Binnenapparat, Ergebnisse und Probleme, Erg. Biol.,
' 2, 357—415.
Jacabsthal E., 1909. Ueber intravitale Färbung, Verh. D. path.. Ges., 380-Я85.
Jacoby W., 1923, 1924. Untersuchungen über Formaldehydgangrän, A. exp. Path.
Pharm., 98, 55—74; 102, 93—138. .
J ä r-v i Ö., 1940. Ueber die sog. «Lipochondrien» von Ries in der Pankreaszelle und ihre
Beziehungen zu den Pigmenten, Z. Zellf., 31, 1—42..
Jaffö R. H.,Loewenfeld W;, 1912. Versuche einer Anwendung der Unna-Pappen-
heimschen Färbung an drüsigen Organen, Virch. A., 210, 419—425.
Jaffe R. H., Loewenfeld.W., 1914. Beiträge zur Kenntnis der Langerhansschen
Inseln im Pankreas, Virch. A., 216, 10—25.
J a 1 owy В., 1938. Kollagen, Elastin und Retikulin der Haut, Z. Zellf., 27, 667—690.
Jalowy В., Chrzanowski В., 1939. Einige Bemerkungen über den
Versilberungsprozeß, Z. w. M:, '56, 334—344.
Я с в о и н Г. В., 1932. Eine zuverlässige Herstellungs- und Färbungsmethode der
Häutchen des lockeren Bindegewebes, Z. w. M., 49, 191—194.
Ide-Rozas A., 1935a. Zwei neue Färbungsmethoden mit Hämatoxylin, Z. w. M., 52,
1—7.
Ide-Rozas A., 1935b: Ueber ein Macerationsmittel und seine Anwendungsmöglichkei-
ten-in der Histologie, ,Z. w.. M., 52, 172—174.
J а к e r L., 1933. Ueber die kernlosen Platten im Alveolarepithel der Lunge, An. An.,
77, 65—80.
J e.l i n e k, 1894. Stabilit zum Aufkleben von Celloidinpräparaten, Z. w. M., 11, 237—242.
Jents&h, 1913. Das binokulare Mikroskop., Z. w. M., 30, 299—318.
J e n t s с h, 1914. Beobachtungen an einem binokularen Mikroskop., Physik. Z., 15, 56—62.
Imhäuser K., 1927. Ueber das Vorkommen des Plasmalögens, II Mitt., Bloch. Z., 186,
60—375.
Иванов, 1936. Ueber das Aufkleben von Gefrierschnitten, Z. w. M., 53, 48.
Jfco e 1 K., 1939. Imbedding of seminal fluid, A contribution of the morphology of semen,
Journ. Labor, clin. Med., 24, 970—972.
Joel, Schönheime r, 1924. Studien zur vitalen Fettfärbung, Zbl. Path., 34,
625—628.
John F., 1940. Zur mikroskopischen Anatomie der Gefäß- und Schweißdrüsennerven in
• . . der menschlichen Haut, Z. Zellf., 30, 297—320.
John L, 1929. Ueber die Konstanz der Schnittdicke beim Schneiden mit dem Mikrotom,
Z. w. M., 46, 201—214.
John K., 1937. Ueber einige neue Hilfsgeräte für die Mikroskopie usw., Z. w. M., 54,
414—419.
John K., 1940. Die optische Färbung des Objektes und ihre Anwendung auf biologische
Untersuchungen, Z. w. M., 57, 172—177.
Jolly ,1910. Sur la survie des cellules en.dehors de l'organisme, C. R. Soc. Biol., 69,.86
Jolly, 1913. Nouvelles observations sur la survie des leucocytes, С. R. Soc. yBiol., 74-

Литература
619
Jones R. L., 1936. On the preparation of microscopic sections for making fiber counts of
nerves containing unmyelinated fibers. Anat. Ree., 65, 247—254.
Jordan. 1900. Anwendung von Gelloidin in Mischung mit Zedernholzöl, Z. w. M., 17,
191—198.
J о г e s, 1913. Demonstration einer zweckmäßigen Modifikation des Konservierungsver-
fahrens, Verh. D. path. Ges., 16, 357.
Joyet-Lavergne Ph., 1928. La recherche qualitative de glutathion, Bull. Hist.
appl., 5, 331.
J о у et-Lavergne Ph., 1937. Une nouvelle technique pour la recherche du chondrio-
me et du nucleole dans la cellule vivante, C. R. Soc. Biol., 125, 598.
Joyet-Lavergne Ph., 1938. La vitamine A dans la cellule, Prot., 28, 131—147.
К a b s с h, 1912. Zur Paraffintechnik, Z. w. M., 29, 548, 552.
К a e w e 1, 1928. Mazeration von Knochenpräparaten mittels Antiformin, Zbl.
Path., 41.
von Kahld en, 1895, 1898. Technik der histologischen Untersuchung
pathologischanatomischer Präparate, 4 Aufl., 1895; 5 Aufl., 1898; Jena, G. Fischer.
Kaiser E., 1880. Verfahren zur Herstellung einer tadellosen Glyzeringelatine, Biol.
Zbl., 1, 25.
Kaiser M., 1941. Ein einfaches Verfahren zum Reinigen von Objektträgern und
Deckgläsern, Zbl. Baku, I Orig., 147, 351.
Kaiserling K., 1922. Rückblicke auf Theorie und Praxis der farbigen Konservierung,
Virch. A., 237, 467—474. . ,
К aiserling K'., 1926. Enzykl. mikr. Techn., 3 Aufl., 2, 1435—1442.
Kaiserling K., Germer R., 1893. Ueber den Einfluß der gebräuchlichen Konser-
vienmgs- und Fixationsmethoden auf das Größenverhältnis tierischer Zellen, Virch.
A., 133, 79—104.
Kallius E., 1892. Ein einfaches Verfahren, um Golgische Präparate für die Dauer zu
fixieren, Anat. H., 1 Abt., 5 Heft, 271—275.
Kallius E., 1926. Artikel «Golgische Methoden», Enzykl. mikr. Techn., 3 Aufl., 2,
900—944.
Kallius E., 1908. Ueber die Entfernung der Gallerthülle des Amphibienlaiches,
An. An., 33.
Kamptner Ev 1936. Gehärterer Kopal-Öllack als Deckglaskitt für mikroskopische
Dauerpräparate mit wäßrigem Einschlußmedium, Z. w. M., 58, 170—177.
Kanzler, 1929. Eine Modifikation der Darstellung der Hortegaschen Gliazellen für
Formolmaterial, Z. ges. Neur., 122, 416-:419.
Kappers A. G. U., 1915. Ueber ein neues, billigeres Gemisch für
Wachsrekonstruktionen, Z. w. M., 32, 294—296.
К а г с z a g L., P a u n z L., 1923. Ueber eine neue Vitalfärbungsmethode mit Sulfosäu-
refarbstoffen, D. Med. Woch., 49, 1231—1233.
Rardase witsch В., 1925 a. Äthylalkohol als fixierende Flüssigkeit in der
mikroskopischen Technik, Z. w. M., 42, 1—25.
Kardasewitsch В., 1925b. Eine Methode zur Beseitigung der Formalinsedimente
(Paraform) aus mikroskopischen Präparaten, Z. w. M., 42, 3z2—324.
К a r do s E., 1911. Zur Kenntnis der neutrophilen und azidophilen Körnung, nebst einer
neuen Färbemodifikation, Fol. haem., 12, 39.
Карпова Л. П., 1925. Beobachtungen über den Apparat von Golgi (Nebenkern) in den
Samenzellen von Helix pomatia, Z. Zellf. u. m. Anat., 2, 495—514.
Казаринов, 1910. Vergleichende Untersuchungen zur Histologie der Lipoide, Ziegl.
В., 49, 490—500.
Kasper A., 1924. Der Abbesche ZeichenapparatT-ein Universalzeichenapparat, Z. w. M.,
41, 176-189.
Кащенко H. Ф., 1886. Methode zur genaueren Rekonstruktion kleinerer makroskopischer
Gegenstände, A. Anat., 388—394.
Кащенко H. Ф., 1887. Die graphische Isolierung, An. An., 2, 426—435.
Кащенко H. Ф., 1888. Ueber das Beschneiden mikroskopischer Objekte, Z. w. M., 5,
173—181.
К a ts с h G., 1922. Das apparative Rüstzeug für operative Eingriffe, Asepsis, Die beste
Narkose der gebräuchlichsten Tierarten, Vorbereitung und Nachbehandlung, Handb.
' d. biol. Arbeitsmeth., her. v. Abderhalden, Abt. 5, Teil 3B, Heft 1, Lief. 62.
Katsunuma S., 1924. Intracellular Oxydation und Indophenolblausynthese, Jena,
G. Fischer.
Kau. fmannC.,Lehmann E., 1926a. Sind die in der histologischen Technik
gebräuchlichen Fettdifferenzierungsmethoden spezifisch? Virch. A., 261, 623—648.
Kaufmann G., Lehmann E., 1926b. Kritische Untersuchungen über die Spezifi-
- tätsbreite histochemischer Fettdifferenzierungsmethoden, Zbl. Path., 37, 145—152.
Kaufma n n C, Lehmann E., 1928. Ueber den histochemischen Fettnachweis im
* Gewebe, Untersuchungen unter besonderer Berücksichtigung des von Giaccio
angegebenen Färbeverfahrens, Virch. A., 270, 360—398.-

620
Литература
Kaufmann С, Lehmann Е., 1929. Zur Technik der Sudanfärbung, Z. mikr.-anat-
F., 16, 586—597.
Kauf m a n n C.,\L e h m a n n Б., Baniecki H., 1927. Zur Frage der Extrahier-
barkeit der «Organlipoide» mit organischen Lösungsmitteln, Zbl. Path., 39, 232—236.
Kawamura R., 1911. Die Cholesterjnverfettung, G. Fischer, Jena.
Keller K., 1924. Vergleichende Physiologie der weihlichen Sexualorgane bei den
Säugetieren, Biol. Pathol, rf, Weibes, 1, 761—802.
Keller R., 1925. Die Elektrizität in der Zelle, 2 Aufl. Mährisch-Ostrau. .
Keller R., Gicklhorn J., 1928. Methoden der Bioelektrostatik, Handb. d. bioL
Arbeitsmeth, Abt. 5, Teil 2.
Keller R.,,Gicklhorn J., 1930. Der elektrische Faktor des Wassertransportes im
Lichte der Vitalfärbung, Erg. Physiol., 30. .
Kempf R., 1910. Allgemeine Labora tori ums technik, Abderhaldens Handb. biochem.
Arbeitsmeth., 1, 1—281, Berlin.
К ihn В., 1924. Ueber die Anwendbarkeit einiger künstlicher Beizenfarbstoffe in der
Histopathologic des Nervensystems, Z. M., 41, 39—79.
Kimmelstiel P,, 1925. Erfahrungen mit der Schultzschen Cholesterinreaktion, ZbL
Path., 36, 491—493.
К i ß Fr., v о n M i h ä 1 i к P., 1930, Ueber die Markreifung im peripherischen Nervensy^-
stem, An. An., 69, 433—444.
Kisser J., 1923. Ueber die Brauchbarkeit Bechers neuer Kernfarbstoffe nach
Beobachtungen an pflanzlichen Objekten, Z. w. M., 40, 115—141.
Kisser J., 1924. Ein neues Mikrotom zum Schneiden harter Objekte, Z. w. M., 4ir
376—383.
К i s s e r J., 1926. Die Art des Schliffes der Mikrotommesser und ihre Zurichtung für dünnste
Schnitte, Z. w. M., 43, 361—370.
Kiss e r J., ,1927a. Die Bestimmung des Schmelzpunktes der Paraffine und die
Hersteilung von Paraffinmischungen von bestimmtem Schmelzpunkt, Z. w. M., 44, 443—451.
Kisser J., 1927b. Methoden zur Bestimmung der Winkelgrößen an Mikrotommessern..
Z. w. M., 44, 452—459.
Kissen J., 1929. Die theoretischen und praktischen Grundlagen für die Ausschaltung de»
absoluten Alkohols in der botanischen Mikrotechnik, Z. w. M., 46, 269—285.
Kisser J., 1934. Bemerkungen zum Einschluß in Glyzeringelatine, Z. w. M., 51, 372—374.
Kisser J., 1934—1935. Rasche Herstellung von Gelloidinlösungen, Mikrokosmos, 28, 50.
Kittsteiner G., 1909. Untersuchung über die Einwirkung des denaturierten Alkohols
auf tierische Organe usw., Z. w. M., 26, 191—202.
Riyono K., 1914a. Zur Frage der histiozytären Blutzellen, Fol. haem., 18, 149—170;
Kiyono K., 1914b. Eine neue Modifikation der Altmannschen Granulafärbung ohne
.Osmiumsäure, Zbl., Path. 25, 481—482.
Kiyono K., 1914 c. Die vitale К arminspei cherung, Ein Beitrag zur Lehre von der vitalen
Färbung mit besonderer Berücksichtigung der Zelldifferenzierungen im entzündeten
Gewebe, Jena.
Kiyono K., Am an о S., 1937. Ergebnis und Theorie der modernen Vitalfärbung
im Kiyono Institut, Kyoto.
Kiyono K., Sugiyama S.,Amano S., 1948. Die Lehre von der Vitalfärbung,
Kyoto.
К 1 a r f e 1 d, цит. по Spielmeyer, 1930.
К 1 e b s, 1869, Die Einschmelzungsmethode, А. т. A., 5, 164.
Kleeberg J., 1923. Untersuchungen über den Fettstoffwechsel der Gewebe, Virch. A.r
244, 237—253.
Klein G., 1928. Allgemeine und spezielle Methodik der Histochemie, Method, d. wiss.
Biol., her. v. Peterfi, 1, 1016—1084, 1929 auch separat erschienen.
Klemensiewicz R., 1921. Verfahren und Einrichtungen zur Beobachtung des Bluter
tromes an Kaltblütern, Handb. d. biol. Arbeitsmeth., her. v. Abderhalden, Abt. 5.,
Teil 4, 41.
Klieneberger, Carl, 1910. Die Verdauungsleucocytose beim Laboratoriumstier,
Zbl. inn. Med., № 24 und 25.
Klieneberger, 1927. Die Blutmorphologie der Laboratiumstiere, 2 Aufl., Barth,
Leipzig.
Klingelhöffer W., 1931. Terrarienkunde, Wegner, Stuttgart.
Knipping H. W., 1923, Ausschaltung von absteigenden Älkoholreihen durch
Verminderung der Oberflächenspannung von Wasser, Z. w. M., 39, 204—205.
К n ü s e 1 O., 1923. Vitale Färbungen am menschlichen Auge, 2, Z. Augenheilk, 50, 23—28.
Koch A., 1925. Morphologie des Eiwachstums der Chilopoden, Z. Zellf., 2,
von Koch G., 1878. Ueber die Herstellung dünner Schliffe von solchen Objekten, welehe
aus Teilen von sehr verschiedener Konsistenz zusammengesetzt sind, Zool. An., 1,
36—37.
Koch K., 1913. Ueber die Bedeutung der Langerhannschen Inseln im menschlichen
Pankreas, Virch. A., 211, 321—330. :

Л итератуpa
621
Koch W., 1941. Das Verhalten der Piasmaireaktion im Genitaltraktus der weiblichen
weißen Maus, Z. mikr.-anat. F., 50, 465—494.
Ко с к e 1, 1899. Eine neue Methode der Fibrinfärbung, Zbl. Path., 10, 749—757.
X о ekel Jr., 1930. Histochemische Metallnachweise, Virch. Л., 277, 856—874.
Kökler A., 1904. Mikrophotogr. Untersuchungen mit ultraviolettem Licht, Z. w. M.,
21, 129—165.
Köhler A., 1910. Ueber die Verwendung des Quecksilberlichtes für mikroskopische
Arbeiten, Z. w. M., 27, 329—338.
Köhler A., 1923. Das Mikroskop und seine Anwendung, Handb. d. biol. Arbeitstneth.,
her. v. Abderhalden, Abt. 2, Physikal. Meth.,"Heft 2, Lief. 95. .
.Köhler A., 1924. Die Aufnahme von Spektren mit der mikrophotographisehen Kamera,
Z. w. M., 41, 167—175.
К ö hl er A., 1926. Die Verwendung des Polarisationsmikroskopes für biolog.
Untersuchungen, Handb. d. biol. Arbeitemeth., her. v. Abderhalden, Abt. 2, Teil 2, 907—1108.
Köhler A., 1927. Mikrophotographie, fiandb. d. biol. Arbeitsmeth., her. v. Abderhalden,
Abt. 2, Teil 2, H. o, Lief. 245.
Köhler A., 1928. Allgemeine mikroskopische Optik, Meth. wiss. Biol., 1, 203—380.
Köhler A., L о о s W., 1941. Das Phasenkontrastverfahren und seine Anwendung in
der Mikroskopie, Naturw., 29, 48—61.
Koelliker A., von, 1881. Zur Kenntnis des Baues der Lunge des Menschen, Verh.
Phys.-med. G. Würzb., 16.
Koep.pe L., 1921. Die ultra- und polarisationsmikroskopische Erforschung des lebenden
Auges und ihre Ergebnisse, Bonn, Leipzig.
К oeppe L., 1921, 1922. Die Mikroskopie des lebenden Auges. 1 u. 2, Jul. Springer,
Berlin*.
Kohashi Y., 1937. Histologische Untersuchungen der verschiedenen Skelettmuskeln beim
Menschen, Fol. anat. jap., 15, 175—188. '
Röhn A., 1910. Ueber das Pigment der Neurohypophyse des Menschen, A. m. A.t 75,
337—374.
К о л а ч ев А. Я., 1916. Цитологические исследования над нервными клетками
моллюсков, Русский архив анатомии, гистологии и эмбриологии, 1, в. 2, 459—502.
Roimer W., 1909. Ueber einen sekretartigen Bestandteil der Stäbchen-Zapfenschicht der
Wirbeltierretina, Pflüg. A., 129, 35—45.
Kolmer W., 1909. Histolog. Studien am Labyrinth mit besonderer Berücksichtigung des
Menschen, des Affen und der Halbaffen, А. т. A., 74, 259—310.
К ö Im er W., 1912. Erfahrungen über Fixation ganzer Tiere, An. An., 42, 47—59.
К о 1 m e r W., 1918. Zur vergleichenden Histologie der Saügernebenniere, А. т. A., 91,
1—140.
К о 1 m e r W., 1927. Artikel «Sinnesorgane», Handb. d. mikr. Anat., her» v. Möllendorff,
Berlin, 3, 1.
К olmer W.,Lauber H., 1936. Artikel «Auge», Handb. d. mikr. Anat., her. v.
Möllendorff, Berlin, 3, 2, 782.
Колосов А. А., 1898. Eine Untersuchungsmethode des Epithelgewebes, besonders der
Drüsenepithelien usw., А. т. A., 52, 1—43.
■Roister R., 1911. Mitochondria und Sekretion in den Tubuli contorti der Niere, Eine
experimentelle Studie, Ziegl. В., 51, 209—226.
К о m a j a G., 1925. Ueber eine histochemische Nachweismethode der Resorption,
Verteilung und Ausscheidung des Wismuts in den Organen, A. Derm. Syph.,-149, 277.
Koopmann H., 1920. Acetonhärtung und Plasmazellenfärbung, Zbl. Path., 30, 529—531.
.К о oy, цит. по Heringa, 1928.
R о p s с h Fr., 1896. Erfahrungen über die Verwendung des Formaldehyds bei der Chrom-
silber-Imprägnation, An; An., 11, 727.
R о p s с h Fr., 1898. Die Entwicklung der äußeren Form des Forellenembryos, А. т. A.,
51, 181—213.
■R о p s с h Fr., 1902. Die Darstellung des Binnennetzes Golgi in spinalen Ganglienzellen
und anderen Rörperzellen mittels Osmiumsäure, Sitz.-Ber. K. PreuQ. Akad. Wiss.
Berlin, 39.
R о p s с h Fr., 1904. Ueber den Rern der Thrombozyten und über einige Methoden zur
Einführung in das Studium der Säugetier-Thrombozyten, Int. Mon. Anat. Phys., 21.
Ropsch Fr., 1906. Rleine Mitteilungen z. mikroskopisch Technik, Int. Mon. Anat.
Phys., 23.
Ropsch Fr., 1926a. Das Binnengerüst in den Zellen einiger Organe des Menschen, Z. mikr.-
anat. F., 5, 221—284.
Ropsch Fr., 1926b. Artikel «Binnengerüst», Enzykl. mikr. Teehn., 3 Aufl., 1, 163—173'.
R о r f f R., 1907. Die Analogie in der Entwicklung der Rnöchen-Zahnbeingrundsubstanz
der Säugetiere usw.,-А. т. A., 69, 515—543.
Rorschelt, Heider, 1909. Lehrbuch der vergleichenden Entwicklungsgeschichte
der wirbellosen Tiere, I—IV, Jena,
von R ö s s a, 1901. Nachweis von Ralk, Ziegl. В., 29, 163.

622
Литература
Kostaneoki К., S i ed 1 е с к i М., 1897. Ueber das Verhältnis der Zentrosomen zum»
Protoplasma, А. т. A., 48, 181—273.
Kraatz H., 1937—1938. Neuerungen an einem Gefriermikrotom, Mikrokosmos, Zir
52—54.
Kral Ii n g e г H. F., 1928. Eine Vorrichtung zum langsamen Überführen der
Gewebestücke aus einer Flüssigkeit in die andere, Z. w. M., 45, 192—195.
Krallinger H. F., 1931. Cytologische Studien an einigen Haussäugetieren, Arch.
Tierernähr, u. Tierzucht., 5, 127—187.
.Kraus E, J., 1912a. Die Lipoidsubstanzen der menschlichen Hypophyse und ihre
Beziehung-zur Sekretion, Ziegl. В., 54, 520—558.
Kraus E. J., 1912b. Zur elektiven Darstellung der eosinophilen Zellen der Hypophyse.,
Frank f. Z. Path., 10, 161—170.
Kraus E. J;, 1914. Das Kolloid der Schilddrüse und Hypophysis des Menschen, Virch.
A., 218, 10.7—128.
Kraus E. J,, 1923. Erwiderung auf die Arbeit von S. Wall usw., Virch. А., 2Ab^
299—302.
Kraus JE. J., 1924. Erwiderung auf die in Virchows Archiv (Bd. 249) erschienene Notiz
von Prof. A, J. Abrikosoff usw., Virch. A., 253, 421^422.
Krause C., 1844. Artikel «Haut», Handwörterbuch d. Physiol., her. v. R. Wagner,.
2 Bd., Braunschweig.
Krause C., 1930. Zur Herstellung sog. Plattenpräparate, Zbl. Path., 48, 184—186.
Krause R., 1893. Beiträge zur Histologie der Wirbeltier lehre, A. m..A., 42, 53—82.
krause R., 1909a. Eine neue Gefrier- u. -Kühlvorrichtung für das Mikrotom, Z. w. M.r
: 25, 289.
Krause R., 1909b. Die Herstellung von transparenter roter Leiminjektionsmasse,.
. Z. w. M., 26, 1—4.
Krause R., 1911. Kursus der normalen Histologie, Berlin—Wien.
Krause R., 1921. Mikroskopische Anatomie der Wirbeltiere in Einzeldarstellungen, 1.
Säugetiere, Berlin, 1—186.
Krause R., 1922. Mikroskopische Anatomie der Wirbeltiere in Einzeldarstellungen, 2.
Vögel und Reptillien, Berlin, 187—454.
Krause R., 1923. Mikroskopische Anatomie der Wirbeltiere in Einzeldarstellungen, 3.
Amphibien, Berlin, 455—608.
Krause W., 1884. Untersuchungsmethoden, Int. Mon. Anat. Phys.,, 1.
Krauspe G., 1922. Beiträge zur Kenntnis der Gitterfasern, Virch. A., 237, 475—491.
Kreibich K., 1913. Färbung der marklosen Hautnerven beim Menschen, Berl. klin.
Woch, 50, 546—547,
Kreibich K., 1918. Zu Blochs Dopa-Reaktion, Derm. Woch., 66, 193—195.
К rem er J., 1937. Zum mikrochemischen Eisennachweis im Leber- und Milzpigment
der Kaltblüter, Z. w. M., 54, 429—433.
Krön ig, 1886. Einschlußkitt für mikroskopische Präparate, А. т. A., 27, 657—658.
К г о h n E.,. 1930. Fütterungsversuche an Tritonen, III, Roux. A., 121, 545—597.
Kromay.er E., 1892. Die Protoplasmaf aserung der Epithelzelle, А. т. A., 39,141—150.
Kronfeld, 1921. Zur Morphogenese des Zwischengewebes der Keimdrüsen nach den»
Untersuchungen Guileras, A. f. Frauenkunde u. Eugenetik, 7.
Кронтовскви А. А., 1923. Ueber die Kultivierung der Gewebe außerhalb des
Organismus bei Anwendung der kombinierten Medien, Virch. А., 2A1, 488—501.
Krüger Fr., 1940, Benzylbenzoat—ein geruchloses Intermedium mit günstigen
Eigenschaften, Zool. An., 131, № 7/8, 202—205.
Krüger Fr., 1941—1942. Ueber das Hartwerden in Paraffin eingebetteter Präparate»
Z. w. M., 58, 31—42.
Kryspin-Exner, 1941. Ueber Zellfärbungen mittels Anthracenblau an chromier-
tem Material von ZNS, Z. Anat. u. Entw. g., Iii, 448—451.
Kubie L. S., Davidson D., 1929. The ammoniacal silver solution used in
neuropathology, Their staining properties, chemistry and methods of preparation^ Amer*
Arch. Neur. a. Psychiat., 19, 888.
К u b о M., 1923.' Experimentelle Untersuchungen über die supravitalen und post-morta-
len Veränderungen des Ohr labyrinths Z. Hals- usw. Heitk., 5, 133—175.
Kühne W., Chittenden R., 1899. Ueber das Neurokeratin, Z. Biol., 26.
Kühne W., Lea A. Sch., 1874, Ueber die Ansonderung des Pankreas, Verh. d, Natur-
hist. Verh. Heidelberg, N. F., 1.
Küster E., 1926. Ueber vitale Protoplasmafärbung, Z. w. M., 43, 378.
Kühl P., 1919. Das Blut der Haustiere mit neueren Methoden untersucht (Pferd, Rind,.
Hund), Pfüg. A., 176, 263—274. . "
Kühl W., 1925. Die Anwendung-des Zeichenapparates zur Messung von Krümmungen»
unter dem Mikroskop durch Projektion eines Systems konzentrierter Kreise (oder
anderer Kurven) in das mikroskopische Bild, Z. w. M., 42, 265—269.
Kuli H., 1913. Eine Modifikation der Altmannschen Methode zum Färben der Chondrifr-
somen, An. An., 45, .153—157.

- Литература
623
Кульчицкий Н. К., 1887. Zur histologischen Technik, II. Celloidin-Paraffin-Ein-
bettung, Z. w. M., 4, 48—49.
Кульчицкий H. K., 1890. Ueber Färbung der markhaltigen Nervenfasern in den
Schnitten des Zentralnervensystems mit Hematoxylin und Karmin, An. An., 5,
519—584.
К u p f f e r C, 1876. Ueber Sternzellen der Leber, A. m. A., 12, 353—358.
Kupffer C, 1883. Ueber den «Achsenzylinder» markhaltiger Nervenfasern, Sitz.-
Ber. Akad. München, 13, 466—475.
Kupffer C, 1889 . Ueber den Nachweis der Gallenkapillaren und spezifischen Fasern
in den Leberläppchen durch Färbung, Sitz.-Ber. Ges. Morph. Phys. München, 5,
82—86.
Kupffer C., 1899. Ueber die sog, Sternzellen der Säugetier leber, A. m% A., 54, 254—288.
Kupffer C., Benecke, 1878. Der Vorgang der Befruchtung am Ei der Neunaugen.
. Kutsch era-A.icbbergen, 1922. Nebennierenstudien, Frankf. Z. Path., 28,
262—294.
Kutschera-Aichbergen, 1925. Beitrag zur Morphologie der Lipoide, Virch.
A., 256, 569—594.
Kuwada Y., S hinke. N., O'u r a G., 1938. Artificial uncoiling Qf the chromonema
spirals as a method of investigation of the chromosome structure, Z. w. jlf., 55,
8-16.
L a i d 1 a v G. F., 1932. The Dopa-reaction in normal histology, Anat. Ree, 53, 399—413.
La Manna S., 1937. Die Markscheidenfärbung, Z. w. M., 54, 257—287.
Lamm H., 1930. Ein einfaches Verfahren zum Färben von Wachsplattenmodellen,
Z. w. M., 30, 463.
.Landau E., 1923, Einige Vereinfachungen in der Markscheidenfärbung, Z. w. M.f
40, 22—30.
Landau E., 1925. Zur Frage der Markscheidenfärbung ohne primäre Beizung, Z. w. M-t
42, 180.
Landström H., Gasperson Т., WohlfarthG., 1941., Ueber denNucleo-
Udumsatz der Nervenzelle, Z, mikr.-anat. F., 49, 534—548. ...
Lane fM. A., 1908. The cytological Characteres of the Areas of Langerhans, Amer. Journ.
Anat., 7, 409—422.
Lang A., 1878. Konservation der Planarien, Zool. An.> 1.
Langeron M., 1934. Precis de Microscopie, Masson et Gie, Paris.
Langhans Th., 1890. Ueber Glycogen in pathologischen Neubildungen und den
menschlichen Einhäuten, Virch. A., 120, 28—67.
Langley J. N., 1879. On the structure of serous glands in rest and activity, Proc.
R. Soc, 29, 377—382.
Лапин M. Л., 1927. Eine neue Methode für die Anfertigung durchsichtiger plastischer
Rekonstruktionen («Gelatinerekonstruktion»), Z. w. M., 44, 134—164.
Laubenheimer K., 1931. Lehrbuch der Mikrophotographie und Mikroprojektion,
2 Aufl., Berlin—Wien. . .
Lauche A., 1923. Ein einfacher Mikroskop-Heizkasten, Zbl. Path., 33, 371—374.
LaudaE., Rezek Ph., 1928. Zur färberischen Darstellung bestimmter
Kanälchenabschnitte in der Niere, Virch. A., 269, 218—238.
Launoy, цит. по Enzykl. mikr. Techn., 1790.
L a u x F. J., 1926. Histologisch-chemischer Gholesterinnachweis, Zbl. Path., 38, 581—582.
Лав ре н т ь е в Б. И., 1929. Experimentell-morphologische Studien über den feineren
Bau des autonomen Nervensystems, Z. mikr.-anat. F., 16, 383—411; 18, 233—262.
Лебедкин G. И., 1914. Zur Technik der plastischen Rekonstruktion, Z. w. M., 31,
114^119.
Лебедкин С. И., 1926. «Projektionsrekonstruktionen» und «Stereoskopische
Rekonstruktionen», Z. w. M., 43, 1—86.
Лебедкин С. И., 1928. Das Tischchen für «Projektions»- und «stereoskopische»
Rekonstruktion, Z. w. M., 46, 155—162.
Lee А. В., Mayer P., 1912. Grundzüge der mikroskopischen Technik für Zoologen
und Anatomen, 4 Aufl., Berlin.
Lehmann F. E., 1928. Alkohplbeständige Fixation vitaler Färbungen von Niblausul-
fat, Verh. Deutsch. Zool. Gesellsch., 32, Jahresvers., München.
Lehmann F. E., 1932, Die Beteiligung von Implantats- und Wirtsgewebe bei der
Gastrulation und Neurulation induzierter Embryonalanlagen, A. Entw. Mech., 125.
566—639.
Lehmann F. E., de Roche V., 1934. Ueber die Verwendbarkeit des Dioxans an
Stelle von alkohol bei histologischer Verarbeitung nilblaugefärbter
Embryonalgewebe, Rev. Suisse de Zool., 41, 367—369.
Lehn er J., 1923. Bemerkungen zur Histologie der Magen- und Duodenaldrüsen des
Menschen, Wien, klin. Woch., 36, 202—205.
L e h n e r J., 1924. Das Mastzellen-Problem und die Metachromasief rage, Erg. Anat. Entw.,
25, 67—184. ... . T

624
Литература
L е m m е 1 А., 1921. Die Bedeutung der Dopa-Reaktion für die Beurteilung der
Melanome, Zbl.t Path., 32, 89—93.
Lenauvel, цит. по Langeron, 1934.
L e n d v a i J., 1909. Apparat zum Schleifen des Mikrotommessers, Z. w. M., 26, 203—205.
Lenggenhage r, 1936. Eine neue einfache Plättchenzählmethode, Schweiz, medi Woch.,
1289-4290.
von Lenhossek M., цит. по Szent-Györgyi, 1914.
L e n t z e H., 1928. Anisol statt Zedernöl als Immersionsmittel nach Becher, Z. w. M.,
45, 200—202. л -
L e n t z e H., 1930. Deckläser für große histologische Schnitte (z. B. Hemisphärenschnitte)
aus Cellophan, Klin. Woch., 9, 1479.
L e p e h n e G., 1919. Zerfall der roten Blutkörperchen beim Icterus infectiosus, Ziegl. В.,
65, 183.
Leschke EM 1914. Untersuchungen über die Funktion der Niere, Münch, med: Woch.,
61, 1498—1499.
L e u p о 1 d. E, 1918. Untersuchungen über die Genese und Mikrochemie des Amyloids,
Ziegl. В., 64, 347—400.
Leupold E., 1925. Amyloid und Hyalin, Erg. Path., 21, № 1, 120—181.
Levi Giulio, 1937. Eine neue Methode zur Befestigung der Celloidin-Serienschnitte
an Gläsern, Z. w. M., 54, 406—408.
Levi Giuseppe, 1904a. II fluoruro di sodio nella tecnica istologica, Monitore zoologico
italiano, 15.
Levi Giuseppe, 1904b. Ricerche comparative sul volume delle cellule, Rendic. dell.
Acad, mediofisica Florentine.
Levi Giuseppe, 1913. Note citologische sulle cellule somatiche dell'ovario dei mammiferi,
A. Zellf., 11, 515—556.
Levi Giuseppe, 1928. Gewebezüchtung, Method, wiss. Biol., her. v. Peterfi, 1, 494—558.
Lewis W. H., Lewis M. R., 1912. The cultivation of sympathetic nerves etc.,
Anat. Ree, 6, .7—31.
Lewis W. H., 1915. Mitochondria in tissue culture, Amer. Journ. Anat., 17, 339—401.
♦ Liesegang R. E., 1910. Die Veraschung von Mikrotomschnitten, Bioch. Z., 28.
Liesegang R. E., 1911a. Die Kolloidchemie der histologischen Silberfärbung,
Kolloidchem. Beihefte, 3, H. 1, 1.
L i e s e g a n g R. E., 1911b. Das Verhalten .minimaler Räume bei einigen Färbungen,
Z. w. M., 28, 257—260.
Liesegang R. E., 1914. Exogene Fällungen bei der histologischen Färbimg, Z. w. M.,
31,466-471.
Liesegang R. E., 1923. Nachweis geringer Eisen- und Kupfermengen in Leinen,
Papier oder tierischem Gewebe, Z. w. M., 40, 14—15.
L j e t n i к S., 1925. Eine Variation der Spalteholzschen Methode (über das
Durchsichtigmachen menschlicher Präparate), An. An., 59, 201—202.
Lignac G. О. E., 1921. Ueber das Vorkommen vor Hautpigment in Lymphdrüsen,
Zbl. Path., 32, 201—205.
- Lihotzky E., 1924. Ueber Mikroskope und Doppelokulare für binokulare und
Stereoskopische Betrachtung, Z. w. M., 41, 305—324.
L i 11 i e R. D., E a r 1 e R. W., 1939_ The use of Janssens hematoxylin in place of the
Weigert acid iron chloride hematoxylin, Stain techn., 14, № 2, 53—54.
Lison L., 1931. Recherches histochimiques sur les phenols et leurs derives, A. de Biol.,
41, 343—436.
Lison L., 1934. Sur des nouveaux colorants histologiques specifiques des lipides,
C. R. Soc. Biol. Paris., 115, 202—205.
Lison L., 1935 a. Sur la determination du pH in'tracellulaire par les colorants vitaux
indicateurs, L'«erreur metachromatique», Prot. 24, 453—465.
L-i s on L., 1935b. Etudes sur la inetachromasie, Colorants metachromatiques et substances
chromotropes, A. de Biol., 46, 599—668.
Lison L., 1936a. Recherches histOGhimiques sur la secretion chlorhydrique de Testo-
mac, Z. Zellf., 25, 143—159.
• Lison L,, 1936b. Sur la recherche histochimique .des oxydases par la reaction du bleu
d'indophenol, Le cas lipides, Bull. Soe .Chim. Biol., 18, 185—189.
Lison L., 1936c. Une methode nouvelle de reconstruction graphique perspective, Bull.
Hist, appl., 13, 357—380.
Lison L., 1936d. Sur la fixation histochimique des elements mineraux des tissues, Bull.
Acad. R. Belgique, SI. Sei., 5 ser., 22, 951—967.
Lison L., 1936e. Histochimie animale, Gauthier-Vi liars, Paris.
Lison L., Dagnelle J., 1935. Methodes nouvelles de coloration de la myeline,
Bull. Hist, appl., 12, 85—91.
L о b о F. В., 1937. Sobre una nova tecnica de impregnaoäo do sistemo nervosa, Pato-
logia general., 22, 4—7.
bochte Th., 1938. Atlas der menschlichen und tierischen Haare, P. Sbhöps, Leipzig.

Литература
625
Locke, 1901. Die Wirkung der Metalle des Blutplasmas usw. auf das isolierte
Säugetierherz, Zbl. Phys., 14, 670—672.
L о e 1 e W., 1920a. Ueber primäre und sekundäre Phenolreaktion, Zbl. Path., 30,614—616.
L о e 1 e W.., 1920b. Die Phenolreaktion (Aldaminreaktion) und ihre Bedeutung für die
Biologie, Klinkhardt, Leipzig.
Loele W., 1926. Untersuchungen über intracelluläre oxydierende Substanzen, Virch.
A., 262, 39—60.
•Low W., 1930. Neue Kohlensäure- Gefriervorrichtung der Firma R. Jung A.—G.,
Heidelberg, Z. w. M., 47, 465—468.
Low W., 1931. Bemerkungen über Messerstellung Schnittbildung, Abziehvorrichtungen
u. dgl., Z. w. M., 48, 417—426.
Löwenstädt H., 1922. Ueber die Anwendung gelochter Objektträger zur
histologischen Technik, Z. w. M., 39, 221—224.
Löwenthal H., 1927. Ueber das Kulturmedium für Säugetiergewebe, A. exp. Zellf.,
4, 116—121.
L ö w i t, 1875. Die Nerven der glatten Muskulatur, Wien. Sitz.—Ber., 71.
Логинов В., 1912. Zur Frage von dem Zusammenhang von Muskeif ibrillen und Sehnen-
fibrillen, A. Anat. Physiol., Anat. Abt., 171—188.
London В., 1881. Das Blasenepithel bei verschiedenen Füllungszuständen der Blase,
A. Anat. Physiol., Physiol. Abt., 317—330.
Лондон E. С., 1905. Zur Lehre von dem feineren Bau des Nervensystems, А, т. A., 63.
Long J. A., Evans H. M., 1920. The oestrous cycle in the rat and other studies
in the physiology of reproduction, Anat. Ree, 18.
Long J. A., Evans H. M., 1922. The oestrous Cycle in the rat and its associated
phenomena, Univ. of California Memoirs, № 6, 1485.
Lorbeerbaum L., Unna P. G., 1925. Das Eleidin, Eine chromolytische Studie,
Derm. Woch., 1519.
Lubosch W., 1901. Einige Mitteilungen über Vorkommen, Fang und. Zucht der
Neunaugen, Z. Fischerei u. deren Hilfswissenschaften, 9.
L ü d i с к e M., 1940. Ueber die Kapillargeniete des Blutgefäßsystems im Kopf der
Schlangen, Z. Morph, u. ökoL, 36, 401—445.
L ü d t к e F., 1941. Die Thrombocyten und ihre Zählung nach Lenggenhager, Diss.
München.
Lundgren P., 1926. Zur Altersanatomie des Kanichenhodens, Z. mikr.-anat. F.,
' 4, 41—100.
L u n d v a hl H.., 1904. Ueber Demonstration embryonaler Knorpelskelette, An. An.,
25, 219—222.
L u n d v a 1 1 H., 1906. Weiteres über Demonstrationen embryonaler Skelette, An. An.,
27, 520—523.
L u n d v a 1 1 H., 1912. Ueber Skelettfärbung und Aufhellung, An. An., 40, 639—646.
Lundvall H., 1927. Färbung des Skelettes in durchsichtigen Weichteilen, An. An.,
62, 353—373.
Maas H., 1938. Erfahrungen mit dem Leitzschen Monochromator, Z. w. M., 55, 41—43.
Macallum А. В., 1912. Die Methoden der biologischen Mikroanalyse, Abderhaldens
Handb. d. biochem. Arbeitsmeth., 5, 2, 1099—1147.
Mark W., 1934. Ueber eine einfache Glastinte, Techn. Assist., 10, 119.
Magnus G., 1922. Die Darstellung der Lymphwurzeln in menschlicher und tierischen
Geweben, ihr Verhalten in serösen Häuten und ihre Bedeutung für deren Pathologie,
Dtsch. Z. Chir., 175, 147—178.
Mainland D., Melville S., 1929. On materials used in marking paraffin blocks
for reconstruction work, Anat. Ree, 43, 103—105.
Mall F., 1891. Das retikulierte Gewebe und seine Beziehungen zu den Bindegewebs-
fibrillen, Abh. Math. Physik. Klass. Sachs. Ges. Wiss., 17, 299—338.
Mall F., 1896. Reticulated tissue, and its relation to the connective tissue fibrils, John
Hopkins Hosp. Rep., 1, Baltimore.
Mall F., 1900. The architecture and blood vessels of the dogs spleen, Z. Morph.Anthr.,
2, 1-42.
Mall F., 1910. Die Altersbestimmung von menschlichen Embryonen und Föten, Keibl-
Mall Handb. d. Entw.-Gesch. des Menschen, 1, 185—207. Leipzig.
M a 11 о г у F. В., 1891. Phosphor-molybdic Acid Haematoxylin, An. An., 6, 375.
Mallory F. В., 1900. A contribution to staining methods, Journ. Exp. Med., 5;
реферат в Z. w. M., 18, 175—179.
Mallory, Parker, цит. no McClung, 1937. ^
M a 1 о n e , 1922. Sharpening microtome knives, Anat. Ree, 24, 97—118.
Mann G., 1894. Ueber die Behandlung der Nervenzellen für experimentell-histolog.
Untersuchungen, Z. w. M., 11, 479.
March i, Alohieri, 1925. Sülle degenerazioni discendenti consecutive a lesioni
della corteccia cerebrale, Rivista sperimentale di frenatria, 9.
Marcus H., 1921. Ueber den feineren Bau quergestreifter Muskeln, A. Zellf., 15, 393—444.
0 б. Ромейс

626
Литература
Maresch R., 1905. Ueber Gitterfasern der Leber und die Verwendbarkeit der Methode
Bielschowskys zur Darstellung feinster Bindegewebsfibrillen, Zbl. Path., 16, 641—649:
Марковитин, 1901. Trav. Soc. Nat. St. Petersburg.
Marloff R., 1910. Die früheren Zählungen der Erythrocyten im Blute verschiedener
Tier sind teilweise mit großen Fehlern behaftet, Pflüg. A., 175.
Martinotti L., 1915. Deila cornificazione dell'unghia, Int. Mon. Anat. Phys., 31,
359—379.
Martinotti L., 1924. Tecnica per lo studio del processo della cornificazione della cute,
Z. w. M., 41, 202—258.
M a s s о n P., 1914. La glande endocrine de Г in testin chez Thomme, C. R. Acad. des. Sc:,
5, 1.
Mas son P., 1923. Diagnostics histologiques, Paris, Maloine.
M a this J., 1933. Eine Färbewanne für die gleichzeitige Färbung einer großen Zahl
von Präparaten auf Traggläsern, Z. w. M., 50, 174—177.
M a t h i s J., 1937. Schnittfärbung mit Hämalaun-Erythrosin-Orange, Z. w. M., 54, 428.
Matsuura S., 1925. Eine neue Färbungsmethode der elastischen Elemente, welche
auch andere Fasern und Zellen in verschiedenen Nuancen abhebt., Fol. anat. fap.,3,
107—110.
Maurer, Lewis, 1922. The structure and differentiation of the specific cellular ele-,
ments of the Pars intermedia of the hypophysis of the domestic pig, Journ. exp. Med.,
36, № 1.
Maximov A., 1902. Experimentelle Untersuchungen über die entzündliche
Neubildung von Bindegewebe, Ziegl. В., 5, Supplementheft.
Maximow A., 1906. Ueber die Zellformen des lockeren Bindegewebes, А. т. A., 67,
680—757.
Maximov A., 1909. Ueber zweckmäßige Methoden für cytologische und his togene tische
Untersuchungen am Wirbeltierembryo, mit spezieller Berücksichtigung der Celloi-
dinschnittsenen, Z. w. M., 26, 177—190.
Maximow A., 1922. Untersuchungen über Blut und Bindegewebe, VII Mitt., А. т. A.,
96, 494—527.
Maximow A., 1923. Untersuchungen über Blut und Bindegewebe, X Mitt. А. т. A.,
97,621—717.
Maximow A., 1928. Cultures of Mammalian Blood Leukocytes, A. exp. Zellf., 5,169.
Maximow A., 1929. Ueber die Entwicklung argyrophiler und kollagener Faserp
in Kulturen von erwachsenem Säugetiergewebe, Z. mikr.-anat. F., 17, 625—659. .
May R., 1906. Eine neue Methode der Romanowsky-Färbung, Münch, med. Woch.
May R., Grünwald L., 1902. Ueber Bluttfärbung, Zbl. inn. Med., 23; реферат
в Münch, med. Woch.
Mayer A., Schaeffer G., Rathery F., 1913. Valeur de quelques me thodes
histologiques pour, la fixation des corps gras, C. R. Soc. Biol. Paris., 74, 241—243.
Mayer P., 1881. Ueber die in der Zoologischen Station zu Neapel gebräuchlichen
Methoden zur mikroskopischen Untersuchung, Mitt. Zool. Stat. Neapel, 2, 1—27.
Mayer P., 1883. Einfache Methode zum Aufkleben mikroskopischer Schnitte, Mitt.
Zool. Stat. Neapel, 2, 521—522.
M ay e г P., 1887. Aus der Mikrotomtechnik, Int. Mon. Anat. Phys., 4, 40.
Mayer P., 1891. Ueber das Färben mit Hämatoxylin, Mitt. Zool. Stat. Neapel, 10,
170—186.
Mayer P., 1892. Ueber das Färben mit Karmin, Cochenille und Hämatein-Tonerde,
Mitt. Zool. Stat. Neapel, 10, 489.
Mayer P., 1896. Ueber Schleimfärbung, Mitt. Zool. Stat. Neapel, 12, 303.
M а у e г P., 1897. Ueber Pikrokarmin, Z. w. M., 14, 18.
Mayer P., 1899. Ueber Hämatoxylin, Karmin und verwandte Materien, Z. w. M.'
16, 196.
Mayer P., 1904. Notiz über Hämatein und Hämalaun, Z. w. M., 20, 409—411.
Mayer P., 1907. Цит. по Lee А. В. und Mayer P., 1912.
Mayer P., 1908. Zur Bleichtechnik, Z. w. M., 24, 353—356.
Mayer P., 1909a. Zur Färbung des Glykogens, Z. w. M., 26, 513—522.
Mayer P., 1909b. Ueber ein neues Intermedium, Z. w. M., 26, 523—524.
M а у e г P., 1910. Ein neues Mikrotom: das Tetrander, Z. w. M., 27, 52—62.
Mayer P., 1915. Ueber Beizen und Beizenfarbstoffe, Z. w. M., 32, 249—265.
Mayer P., 1916a. Allerlei Mikrotechnisches, Z. w. M., 33, 238—247.
Mayer P., 1916b. Ueber den Ersatz des Nelkenöls durch andere Intermedien, Z. w. M.%
33, 1—6.
M а у e г P., 1917. Ueher die Reinheit unserer Farbstoffe, Z. w. M., 34, 305—328.
Mayer P., 1918a. Ueber die sog. Sublimatkristalle in mikroskopischen Präparaten,
Z. w. M., 35, 161—169.
Mayer P., 1918b. Zur Färbung der Schollen in den Ganglienzellen, Z.w.M., 35, 81—88.
Mayer P., 1919. Ueber dievflüchtigen öle und ihren Ersatz, Z.w. M., 36, 219—256.
Mayer P., 1920. Zoomikrotechnik, Berlin, Bornträger.

Литература
627
М а у е г Р., 1921. Allerlei Mikroteclmisclies, 6, 7 A. Derm. Syph., 131, 193—197.
Mayer P., 1922a. Ueber das Tetralin, Z.w.M., 39, 303—308.
Mayer P., 1922b. Ueber Bechers neue Kernfarbstoffe, Z. w. M., 39, 309—315.
Mayer Paula, 1909. Zur Technik der Markscheidenfärbung, Neur. Zbl., 28, 353—354.
McClung С. E., 1937. Handbook of microscopical technique, For workers in animal
and plant tissues, 2 edit., New York.
M с G i 11 C., 1909. Mallory's anilin blue connective tissue stain, An. An., 35,
75—76.
Mc Kinney R. L., 1929. Studies on Fibers in Tissue Culture, III, A. exp. Zellf.,
9, 14—35.
M e о 1 a F., 1934. The effect of elevated temperature on the mitochondria of the guinea
pig pancreas, Anat. Ree., 60, 5—7.
Meitzer H., 1936. Die mikroskopische Darstellung des anorganischen Gewebegerüstes
in der Chirurgie, A. klin: Chir., 184, 191—239.
M e n n e r E., 1935. Ganglienzellen-Präparate für Kurszwecke, Zool. An., 110, 220—223.
Mercier A., 1894. Die Zenkersche Flüssigkeit, eine neue Fixierungsmethode, Z.w.M.,
11, 471—478.
Merkel F., 1870. Ueber die Macula lutea des Menschen und die Ora serrata einiger
Wirbeltiere, Leipzig.
Mettler, 1932. Stain techn., 7, 94.
Metz A., Spatz H., 1924. Die Hortegaschen Zellen (-das sog. «dritte Element»)
und über ihre funktionelle Bedeutung, Z. ges. Neur., 89, 138—170.
Metz C, 1912. Das Stufenmikrometer mit vereinfachter-Mikron tei lung, Z.w. M., 29,
72—78.
Metz C, 1914. Okular-Zählplatte, MMW., 61, 991.
Metz C, 1915. Ein neuer Blutkörper-Zählapparat, D. M. W., 41, 825.
Metzner P., 1937. Verbesserungen am Vertikalilluminator nach Beck, Z.w.M., 54,
1-23.
Metzner R., 1907. Die histologischen Veränderungen der Drüsen bei ihrer Tätigkeit,
Handb. Physiol, von Nagel, 2, 2 Abt., 899—1024.
M e t z n e г R., 1915. Die wichtigsten Methoden zur Darstellung von Zellgranulationen
in fixierten Objekten, Abderhaldens Handb. d. biochem. Arbeitarneth., 8., 185—221.
Metzner-Zimmermann, 1928. Das Mikroskop, 2 Aufl. des gleichnamigen
Werkes von Zimmermann, Leipzig—Wien.
M e v e s Fr., 1903a. Ueber oligopyrene und apyrene Spermien und ihre Entstehung, Nach
Beobachtungen an Paludina und Pygaera, А. т. A., 61, 1—84.
Meves Fr., 1903b. Artikel «Flemmingsche Flüssigkeit», «Flemmingsche
Dreifachfärbung», EnzykL mikr. Techn.
Meves Fr., 1904. Hünefeld-Hensensche Bilder der roten Blutkörperchen der Amphibien,
An. An., 24, 465—476.
Meves Fr., 1906. Zur Kenntnis der Thrombozyten des Salamanderblutes usw., A.m.A.,
68, 311—358.
Meves Fr., 1908. Die Chondriosomen als Träger erblicher Anlagen, Cytologische
Studien, am Hühner-Embryo, A.m.A., 72, 816—867.
Meves Fr., 1910. Ueber Strukturen in den Zellen' des embryonalen Stützgewebes sowie
über das Entstehen der Bindegewebsfibrillen, insbesondere derjenigen der Sehne,
A.m.A., 75, 149—208.
Meves Fr., 1911. Ueber die Beteiligung der Plastochondrien an der Befruchtung der
Eier von Ascaris megaloeephala, A.m.A., 76, 683—713.
Meves Fr., 1914. Die Plastochondrien in dem sich teilenden Ei von Asc. megal., A.m.A.,
84,89—110.
Meves Fr., Duesberg J., 1908. Die Spermatozytentei hingen bei der Hornisse,
A.m.A., 71, 571—587.
Meyer A., 1920. Morphologische und physiologische Analyse der Zellen der Pflanzen
und Tiere, Teil 1, Jena.
Meyer E., 1906. Ueber die Resorption und Ausscheidung des Eisens, Erg. Phisiot,, 5.
Michaelis L., 1897. Die Befruchtung des Tritoneneies, А. т. A., 48, 523—544.
Michaelis L., 1900. Die vitale Färbung, eine Darstellungsmethode der Zellgranula,
A.m. A., 55, 558—575.
Michaelis L., 1902. Einführung in die Farbstoffchemie für Histologen, Berlin.
Karger.
Michaelis L., 1905. Experimentelle Untersuchungen über der Krebs der Mäuse, Med.Klin.
Michaelis L.,. 1920. Der heutige Stand der allgemeinen Theorie der histologischen
Färbung, А. т. A., 94, 580—603.
Michaelis L., 1921a. D. med. Woch., № 17.
Michaelis L., 1921b. D. med. Woch., № 24.
Michaelis L., 1922. Praktikum der phisikalischen Chemie, Springer, Berlin.
Michaelis L., 1930. Biochem. Z., 225, 478.
Michaelis L., 1931. Der Azetat-Veronal-Puffer, Bioch. Z., 234, 139—141.
40*

628
Литература
Michaelis О., 1930. Die Brauchbarkeit der histochemischen Methoden des
Goldnachweises, Bioch. Z., 225, 478—488.
Михайлов С., 1908. Zur Frage über den feineren Bau des intrakardialen
Nervensystems der Säugetiere, Int. Mon. Anat. Phys., 25, 44—89.
Михайлов С., 1910. Die Anwendung des Methylenblaus in der Neurologie, Z.w.M..
27, 1-21. .
Michel K., 1940. Grundzüge der Mikrophotographie, Jena.
von MihalikP., 1940. Untersuchungen über die Entwicklung des sympathischen
Nervensystems, An. An., 89, 241—296.
Miller Gh., 1923. Note on demonstration of motor and sensory nerveendings, Anat.
Ree., 25, 77.
M i Tier W. S., 1931. The use of blotting-paper for reconstructions, Anat. Ree., 48,
191—196.
Milovidov-P., 1938. Bibliographie der Nucleal- und Piasmaireaktion, Prot. 31, 246—266.
Milovidov P., 1939. Notizen über Mikrotechnik, III. Anwendung der Azetocarmin-
Methode für die Färbung von fixierten Mikrotomschnitten, Z. w. M., 56, 67—69.
M i n о t Ch. S., 1897. On two forms of automatic microtoms, Science, N. S., 5.
M i n о u с h i O., 1927. On the fixation of chromosomes in mammals and some other
animals, Jap. J. Zool., 1.
MislawskyU., 1913. Ueber das Chondriom der Pankreaszellen, A. m. A. 81, 394—429.
Mitamura Т., 1923. Ueber eine neue Fixierungsmethode farbs toff haltiger Organe,
Zbl. Path., 33, 593—598.
von Möllendorff W., 1913. Ueber Vitalfärbung der Granula in den Schleimzellen
des Säugerdarmes, Verh. Anat. Ges., 117—123.
von Möllendorff W., 1915. Die Dispersität der Farbstoffe, ihre Beziehungen zur
Ausscheidung und Speicherung in der Niere, Anat. #., 53, 81—323.
von Mo llendorff W., 1916. Die Speicherung saurer Farben im Tierkörper, ein
physikalischer Vorgang, Kolloid. Z., 18, 81—90.
von Möllendor.ff W., 1918a. Zur Morphologie der vitalen Granulafärbung, A. m.A.,
- 90, 463—502.
von Möllendorff W., 1918b. Die Bedeutung von saueren Kolloiden und Lipoiden
für die vitale Farbstoffbindung in den Zellen, A. m. A.f 90, 503—542.
von Möllendorff W., 1920. Vitale Färbungen an tierischen Zellen* Erg. Physiol.,
18, 141-306.
von Möllendorff W. 1921a. Ueber das jüngste bisher bekannte menschliche
Abortivei, Z. Anat. u. Entwg., 62, 352—432.
von Möllendorff W., 1921b. Methoden zu Studien über vitale Färbungen an
Tierzellen, Handb. d. biol. Arbeitsmeth., her. v. Abderhalden, Abt. 5, Teil 2, Lief. 21.
von Möllendorff W., 1923a. Untersuchungen zur Theorie der Färbung fixierter
Präparate, 1, A.m.A., 97, 554—580.
von Mo Llendorff W., 1923b. Bemerkungen zur Beurteilung gefärbter
Kernstrukturen in gefärbten Präparaten, Münch, med. Woch., № 29, 933—935.
von Möllendorff W., 1923c. Zur kritischen Auswertung gefärbter Strukturen
in fixierten Präparaten, Derm. Woch., № 49/50, 1417—1434.
von Möllendorff W., 1926. Artikel «Färbung vitale», Enzykl. mikr. Techn.,
3 Aufl., 1, 712.
von Möllendorff W., von Mollendorff M., 1924. Untersuchungen
zur Theorie der Färbung fixierter Präparate, 3. Durchtränkungs- und
Niederschlagsfärbung als Haupterscheinungen bei der histologischen Färbung, Erg. Anat. Entw.
g., 25, 1-66.
von Möllendorff W., Tomita, 1925. Durchtränkungs- und
Niederschlagsfärbung bei der Wirkung der Beizenfarbstoffe, Z. Zellf. u. m. Anat., 3, 1—37.
Möllgaard H., 1911. Die vitale Fixation des Zentralnervensystems, Anat. #., 43,
503—590.
Mön.ckeberg, Bethe, 1899. Die Degeneration der markhaltigen Nervenfaser der
Wirbeltiere unter hauptsächlicher Berücksichtigung der Primitivfibrillen, А. т. A.,
54, 135—183.
M о 1 e s с h о t.t J., 1859. Ein Beitrag zur Kenntnis der glatten Muskeln, Untersuch.
z. Naturlehre, 6. f
Moleschott J., P i s o-B о r m e G., 1863. Ueber das Vorkommen gabelförmiger
Teilungen an glatten Muskelfasern, Untersuch, z. Naturlehre, 9.
Moll J. M., 1910. Die puerperale Involution des Uterus vom Maulwurf, Anat. #.,
40, 613—715.
Moller W., 1932. Die Zungen der kostarizensischen Zuckervögel, Z. mikr.-anat. F. t
28, 363—417.
M о 11 e r W., 1933. Einiges über das Einbetten und Schneiden von Horn, Z. w.M., 50,
184—187.
M о 1 1 i e r S., 1909. Die Blutbildung in der embryonalen Leber des Menschen und der
Säugetiere, А. т. A., 74, 474—524.

Литература
629
М о 11 i е г S., 1911. Ueber den Bau der kapillaren Milzvenen, A.m.A., 76, 608—657.
Mol Ii er S., 1913. Die lymphoepithelialen Organe, Sitz.-Ber. d. Ges. f. MorphoL
u. Physiol., 29.
Mommsen H., 1926. Ueber den Einfluß der Wasserstoffionenkonzentration auf
die Färbung im Blutbild, Klin. Woch., 5, 844.
Mommsen H., 1929. Die pathologische (toxische) Granulation der feingekörnten Leuko-
cyten, ihre objektive Erkennung und praktische klinische Verwertung. Klin. Woch.,
8, 2420—2422. .
Monne L., 1938a. Ueber Vitalfärbung tierischer Zellen mit Rhodaminen, Z.w.M,,
55, 143—149.
Monne L., 1938b. Ueber Vitalfärbung des Golgi-Apparätes und der
ergastoplasmatischen Strukturen in einigen Gastropoden-Zellen, Prot., 30, 460—464.
Morandi L. P., 1949. Metodi neuro-istologici impiegati nel laboratorio istologico
di Losanna, Mon. zool. ital., Sl, 282—286.
Müller A., 1907. Wie ändern die von glatter Muskulatur umschlossenen Hohlorgane
ihre Größe? Pflüg. A., 116.
Müller E., 1892. Zur Kenntnis der Labdrüsen der Magenschleimhaut, Verh. Biol.
Vereins Stockholm, 4, № 8.
Müller H., 1859. Anatomische Untersuchungen eines Mikrophthalmus, Verh. Physik.-
med. Gesellsch. in Würzburg. См. также Heinrich Müllers Gesammelte und hinter-
lassene Schriften zur Anatomie und Physiologie des Auges, 1, Gedrucktes, Herausg.
von. O. Becker, 381.
Müller 0., 1937, 1939. Die feinsten Blutgefäße des Menschen in gesunden und kranken
Tagen, 2 В., Enke, Stuttgart.
Mainzer F. Th., 1928. Ueber Darstellung und Vorkommen von Glykogen im
Nervensystem, Z. ges. Neur., 112, 288—301.
Murayama A., Suzuki Т., ItohM., 1937. Vergleichende Betrachtungen über
vier, Arten von Entkalkungsflüssigkeiten sowie über den Einfluß der Erwärmung
auf die Entkalkungsgeschwindigkeit, Trans. Soc. Path. Japan, 27, 99—106.
N ä g e 1 i 0., 1931. Blutkrankheiten und Blutdiagnostik, Lehrbuch der klinischen Haema-
tologie, 5 Aufl., Berlin—Leipzig.
Nagel A., 1933. Ein Verfahren zur quantitaven Wiedergewinnung von Deckgläsern
und Objektträgern aus unbrauchbaren mikroskopischen Präparaten, Z. w. M., 50,
181—184.
Nageotte J., 1936. Morphologie des gels lipoides, myeline, cristaux liquids, vacuoles,
Actualites scientifiques et industrielles, № 431—434, Paris.
Насонов Д. H., 1923. Das Golgische Binnennetz und seine Beziehungen zu der
Sekretion, A.m.A. u. Entw. M., 97, 136—186.
Насонов Д. H., 1924. Das Golgische Binnennetz und seine Beziehungen zu der
Sekretion (Fortsetzung), A.m.A. u. Entw. M., 100, 433—472.
Neelsen, Schiefferdecker P., 1882. Beitrag zur Verwendung der
ätherischen öle in der histologischen Technik, A. Anat. Physiol., Anat. Abt., 204—206.
.Neubert K., 1922. Der Übergang der arteriellen in die venöse Blutbahn bei der Milz,
Z. Anat. u. Entw. g., 66, 424—450.
Neubert K., 1940. Der Feinbau der Lymphknotenkapsel beim Menschen Z. Anat.
u. Entw. g., 110, 709—725.
Neukirch P., 1909. Ueber eine neue Methode der Glykogenfixation, Zbl. Path., 20, H.12.
Neumann K., Hueber J., 1927. Verbesserte Methode zum Umranden von
Glyzerinpräparaten, Z. w. M., 44, 332.
Neumayer L., 1907. Ein Beitrag zur Technik der Plattenmodelliermethöde, Z. w. M.,
24, 140—144. .
Neumayer L., 1908. Zur Technik der Celloidineinbettung, Z. w. M., 25, 38—41.
Neumayer L., 1911. Neue Instrumente zur Herstellung von Wachsplatten usw.,
Z. w. M., 28, 291—300.
Neumayer L., 1922. Injektionstechnik für mikroskopische Untersuchungen, Handb.
d. biol. Arbeitsmeth., her. von Abderhalden, Abt. 9, Teil l; Lief. 71.
Neumayer L., 1932. Gummipräparate für Injektionswecke, Z.w.M., 49, 341—347.
Neuweiler N. G., 1943. Viereckige Okularblenden, Mikrokosmos, 36.
Nielsen N. A., Okkels, Stockhol m-B о r r e s s e n, 1932. Detection
histochimique du Glycogene, Acta path. Scandin., 9, 258—268.
Niessing K., 1935. Nierenkapsel und Gitterfasersysteme in ihren funktionellen
Beziehungen zur Form und Architektur der Niere, Morph. Jahrb., 75, 331—373.
Никифоров M. H., 1888. Mikroskopisch-technische Notizen, Z. w. M., 5, 337—340.
Nishimura J., 1910. Vergleichende Untersuchungen über die mikrochemische
Eisenreaktion in menschlichen Lebern, Zbl. Path. 21, 10.
N i s s 1 Fr., 1894a. Ueber die sog. Granula der Nervenzellen, Neur. Zbl., № 19, 21. 22.
N i s s 1 Fr., 1894b. Mitteil, über Karyokinese im zentralen Nervensystem, 25.
Versammlung des Südwestdeutschen psych. Vereins in Karlsruhe 1893, Allgem. Zeit sehr. f.
Psychiatrie u. psych.-gerichtl. Med., 51, 245—247.

630
Литература
Nissl Fr., 1895. Der gegenwärtige Stand der Nervenzellenanatomie und pathologie,
Z. Psychiat., 51.
Noll A., Sokoloff A., 1905. Histologie der ruhenden und tätigen Fundusdrüsen
des Magens, A. Anat. Physiol., Physiol. Abt.
N о у er R.^ d u, 1918. Nouveau lut pour preparations microscopiques, С. R. Soc. Biol.%
Nürnberger L., 1928. Zur Kenntnis des Keratohyalins, Klin. Woch., 7, 1961—1962.
N u z z i 0., 1922. II celluloide nella microtecnica, Riforma med. Napoli, 38, № 35.
Oberndorfer S., 1921. Die pathologischen Pigmente. Erg. Path., 19, 2 Abt, 47—146.
Obregia, 1890. Serienschnitte mit Photoxylin oder Gelloidin, Neur. Zbl., 9, 295—298.
Obst P., 1899. Untersuchungen über das Verhalten der Nucleolen bei der Eibildung
einiger Mollusken und Arachnoiden, Z. w. Zool., 66, 161—213.
О e 1 z e F. W., 1914a. Ueber die färberische Darstellung der Reduktionsorte und
Oxydationsorte in Geweben und Zellen, А. т. A., 84.
О e 1 z e F. W., 1914b. Die Histologie der Oxydations- und Reduktionsorte, Z. w. M.,
31, 43—50.
Ö e 1 z e F. W., 1914c. Die Darstellung der Reduktions- und Sauerstoff orte der Gewebe,
Z.w.M., 31, 307—309.
О e 1 z e F. W., 1934. Methodik der Dunkelfeldmikroskopie, Handb. d. biol. Arbeitsmeth.,
her. v. Abderhalden, Abt. 12, Teil 2, H. 3, Lief. 425, 413—482. .
Oestreicher A., 1926. Ueber den Nachweis des Harnstoffes in den Geweben mittels
Xanthydrol, Virch. A., 257, 614—661.
Ogata Т., Ogata A., 1923. Ueber die Henlesche Chromreaktion der sog.
chromaffinen Zellen und den mikrochemischen Nachweis des Adrenalins, Ziegl. В., 71,
376—387.
Okajima K., 1911. Fettfärbung durch das Capsicumrot, Z. w. M., 29.
О к а 1 i m ä K., 1922. Ein neuer Beschneideritzer für die plastische Rekonstruktion, An. An.,
55, 199-201.
Okajima K., 1926. Ueber die Färbemethode mit Alizarinmolybdänlack, Fol. anat.
jap., 4, 411; Anat. Ree, 12, 1917.
Okajima K., 1935. Färbung durch Eisenchloridalizarinlack (Omnichrom) Fol. anat.
jap., 13, 383—384.
О к am о to К., 1937. Ueber das Gewebseisen, Act. Schol. medicin. Univ. Imp. Kioto.,
20, 413—460.
Okainoto К., Utamura M., 1938. Biologische Untersuchungen des Kupfers,
1 Mitt., Ueber die histochemische Kupfernachweismethode, Act. Schol. medicin.
Univ. Imp. Kioto, 20, 573—580.
Okamoto К., Akagi Т., Mikami G., 1939. Biologische Untersuchungen des
Goldes, 1. Ueber die histochemische Goldnachweismethode, Act. Schol. medicin.
Univ. Imp. Kioto, 22, 373—381.
Okkels H., 1929. Detection histochemique de Tor et du plomb, C. R. Soc. Biol.,
102, 1089.
Okkels H., 1938a. L'appareil de Lindbergh et ses applications ä l'histophysiologie,
Bull. Hist, appl., 15, 24—29.
Okkels H., 1938b. Messung von Gewebeteilen, Zellen oder Zelleinschlüssen, Eine neue
quantitative histologische Meßmethode, A. exp. Zellf., 21, 400—406.
Olveira G., de, 1936. Ueber ein neues Verfahren zur Darstellung des Stützgerüstes
der Organe, Virch. A., 298, 523—526.
О 1 1, 1906. Das Aufkleben mikroskopischer Schnitte, Z. w. M., 23, 323—328.
Oppel A., 1891a. Ueber Gitterfasern der menschlichen Leber und Milz., An. An. 6.
Oppel A., 1891b, 1892. Die Befruchtung des Reptilieneies, An. An., 6, 536—544 u.
А. т. A., 39, 215—290.
Oppenheimer Kv, 1923. Die Ausscheidung von Scharlachrot durch die Leber, Frankf.
Z. Path., 29, 342—356.
Orth J., 1883. Notizen zur Färbetechnik, Berl, klin. Woch., 20,. № 28, 421—422.
Orth J., 1896. Ueber die Verwendung des Formaldehyd im Pathol. Institut in
Göttingen. Berl. Klin. Woch., 33, № 13, 273—275.
Orton S. Т., Post J., 1932. Some experiments with a new embedding material,
Bull. Neur. Inst. New York, 2, 302—311.
Ostertag В., 1925. Ueber Imprägnieren und Abschwächen zur Erzielung
gleichmäßiger Präparate bei der Silberimprägnation am Gewebeblock, Z. w. M., 42, 182.
О t a m i Sadao, 1926. A new method for the demonstration of the bile capillaries, Proc.
New York pathol. soc, 26, № 1/5, 2—3.
Overton E., 1890. Mikrotechnische Mitteilungen aus dem botanischen Laboratorium
der Universität Zürich, Z. w. M., 7, 9—16.
Painter Т. S., 1924. A technic for the study of Mammalian chromosomes, Anat. Ree,
27, 77—86.
Painter T. S., 1939. An aceto-carmine method for bird and mammalian chromosomes,
Science, 2, 307—308.

Литература
631
Pal J., 1886. Ein Beitrag zur Nervenfärbetechnik, Med. Jahrb. Wien., 619—631.
Pap Т., 1930. Eine neue Methode zur Imprägnation des Retikulums, Zbl. Path., 47, 116.-
Pappeheim A., 1901. Grundriß der Farbchemie zum Gebrauch bei mikroskopischen
Arbeiten, Hischwald, Berlin.
Pappenheim A., 1901. Eine panoptische Triacidfärbung, D. med. Woch., № 46.
Pappenheim Д., 1908. Zur Kenntnis und Würdigung der Methylgrün-Pyronin-
Reaktion, Fol. haem., 6, 51—65.
Pappenheim A., 1910. Neue zytomorphologische Studien an Blutzellen mit
farbenanalytischen Methoden, Fol. haem., 9, 572—640.
Pappenheim А., ч 1911a. Kurze technologische Zusammenstellung der Färbungsvor-
schriften mit Panchrom,Fol. haem., 12, 178.
Pappenheim A., 1911b. Grundriß der hämatologischen Diagnostik und praktischen
Blutuntersuchung, Leipzig.
Pappenheim A., 1919. Technik und Methodologie der klinischen Blutuntersuchung,
Leipzig.
Pappenheim A., 1912a. Die kombinierte May-Giemsa-Essigsäure-Färbungsmethode
als histologische Universalübersichtsfärbung, An. An., 42, 525—527.
Pappenheim A., 1912b. Histologisch-technische Notiz, Zbl. Path., 23, № 5.
Pappenheim A., 1913. Einige Worte über Histocyten, Splenocyten und Monocyten,
Fol. haem., 16.
Pappenheim A., Nakano J., 1913. Beiträge über Beziehungen zwischen
Vitalfärbung, Supravitalfärbimg und Oxydasereaktion, Fol. haem. 14, 260—294.
Parat, Painleve, 1924. Observations vitales d'une cellule glandulaire en activite,
C. R. Soc. Biol, 179, II. 13.
Parker R. C., 1938. Methods of tissue culture, New York.
P a s i n i, 1905. Ueber eine Methode zur Demonstration der Epithelfasern in der Haut,.
Mon. prakt. Derm., 40.
P a s s e г a, 1896, 1897. La rete vascolare sanguigna della membrana corio capillare del-
luomo, Ree. Labor. Anat. Roma, 5, 133; 6.
Pasteeis, Leonard G., 1935. Sur da detection du glycogene dans les coups histo-
logiques, Bull. Hist, appl., 15, 293—299.
Patten Br. M., Philpott R., 1921. The shrinkage of embryos in the processes
preparatory to sectiomng, Anat. Ree, 20, 393—413.
Patzelt V., 1923. Ueber die menschliche Epiglottis, Z. Anat. u. Entw. g., 70, 1 —178.
P a t z e 1 t V., 1925. Zum Bau der menschliehen Epidermis, Z. mikr.-anat.F., 5, 371—462.
Patzelt V., 1928. Glykogen- und Schleimfärbung mit Bestschem Garmin, Wien. Klin.,
Woch., 5, № 16.
Patzelt V., 1929. Schleimfärbung mit Bestschem Carmin an Drüsen des
menschlichen Verdauungstraktes, An. An., 67, Erg. H. 226.
Patzelt V., Kubik J., 1912. Acidophile Zellen in der Nebenniere von Rana usw.,
А. т. A., 81, 82—91.
Pekelharing С. A., 1902. Mitteilungen über Pepsin, Z. phys. Chem., 35, 8—30.
Pekelharing С. A., 1913. Ueber die von Herrn O. Schultze behauptete Kontinuität
von Muskelfibrillen und Sehnenfibrillen, An. An., 45, 104—106.
Penfield W., 1924. Brain, 47, 430.
Penfield-W., 1928.-A method of staining Oligodendroglia und microglia (Gombined
method), Amer. Journ. Path., 24, 117.
Perdrau J. R., 1921. The silver reduction method for the demonstration of
connective tissue fibres, Journ. Path., 24, 117.
P e r 6 n у i J., 1882. Ueber eine, neue Erhärtungsflüssigkeit, Zool. Anz., 5, 459.
P e r e z A. P. R., 1932. Distribution de la microglia et existance d'oligodendrocytes de
Cajal et Robertson dans la bulbe olfactif, Trav. Lab. Rech. Biol. Madrid, 28,103—122.
Peter K., 1899. Demonstration des Born-Peterschen Verfahrens zur Herstellung von
Richtebenen und Richtlinien usw., An. An., 16, Ergänzungen., 134—136.
Peter K., 1904. Eine neue Dotterfärbung, Z. w. M., 21, 314—320.
Peter K., 1906. Die Methoden der Rekonstruktion, Jena, G. Fischer.
-Peter K., 1922a. Ueber Rekonstruktion in Schrägansicht,. Z. w. M., 39, 138—148.
Peter K., 1922b. Rekonstruktionsmethoden, Handb. d. biol. Arbeitsmeth., her. von
Abderhalden, Abt., 9, Teil 1, Lief. 71.
Peter K., 1927. Artikel «Rekonstruktion», Enzykl., mikr. Techn. 3 Aufl., 3, 1994—2020.
Peter K., 1935. Die Gestalt der Achselstoffdrüsen, Z. mikr.-anat. F., 38, 330—340.
Peter K., 1942. Ueber das Plattenmodellieren bei Anwendung starker Vergrößerungen,
Z. w. M., 58, 209—217.
P ё t e r f i Т., 1913. Untersuchungen über die Beziehungen der Myofibrillen zu den
Sehnenfibrillen, A.m.A., 83, 1—42.
Peterfi Т., 1921a. Eine beschleunigte Celloidin-Paraffineinbettung mit
Nelkenöloder Methylbenzoatcelloidin, Z. w. M., 38, 342—345.
Peterfi Т., 1921b. Die doppelseitige Untersuchung mikroskopisch kleiner Objekte,
Z. w. M., 38, 358—362.

632
Литература
Р ё t е г f i Т., 1924а. Mikrurgische Methodik, Handb. d. biol. Arbeitsmeth., her v.
Abderhalden, Abt. 5, Teil 2, Lief. 124, 479—516.
P ё t e r f i Т., 1924b. Neue mikrurgische Nebenapparate, Z. w. M., 41, 263—268.
P ё t e r f i Т., 1927. Die heizbare feuchte Kammer, Z. w. M., 44, 296—308.
P ё ter f i Т., 1928. Die Technik der Zelloperationen Mikrurgie, Meth. d. wiss. Biol.,
I, 559—587.
Petersen H., 1924a. Mikroskopie im gefärbten Licht, Z. w. M., 41, 358—363.
Petersen H., 1924b. Färben mit Säurealizarinblau, Z. w. M., 41, 363—365.
Petersen H., 1926, Ueber Methoden zum Studium den Knochens, Z. w. M., 43,
355-360.
Petersen H., 1929. Kleine Mitteilungen zur mikroskopisch-anatomischen Technik,
Z. w. M., 46, 378-381
Petri R. J., 1896. Das Mikroskop, R. Schoetz, Berlin.
Pe^ry G., 1942. Die Lackmethode und ihre Anwendung in der histologischen Technik,
Z. w. M., 58, 305—313.
Petrun к e witsch A., Pick ford G. E., 1936. On the relative acidity
of histological fixing fluids, Anat. Ree., 63, 461—465.
Pfeiffer H., 1925. Eine Methode zur kolorimetrischen Bestimmung der Wassers toff io-
nenkonzentration in pflanzlichen Gewebsschnitten ohne Anwendung von Moderatoren,
Z. w. M., 42, 396—414.
Pfeiffer H., 1927. Der gegenwärtige Stand der kolorimetrischen Azidimetrie in der
Gewebsphysiologie, Prot., 1, 434—465.
Pfeiffer H., Jarisch A., 1920. Ueber Veränderungen des Nebennierenorganes
nach nervösen und toxischen Schädingungen, Z. ges. exp. Med., 10, 1—102.
Pfuhl W., 1930. Untersuchungen über zweikernige Zellen, I. Die Berechnung der
zweikernigen Zellen nach der Auszählung im mikroskopischen Schnitt, Z. mikr.-anat.
F., 22, 557—578.
Pfuhl W., 1931. Untersuchungen über die Fixierung der vitalen Trypanblauspeicherung,
Z. Zellf., 13, 783—803.
Pfuhl W., 1932a. Die Zellen des normalen lockeren Bindegewebes unter besonderer
Berücksichtigung der Klasmatozyten, Z. mikr.-anat. F., 31, 18—107.
Pfuhl W., 1932a. Die Leber, Hand. d. mikr. Anat., her. v. Möllendorff, 2, 235—425.
Pfuhl W., 1940a. Die Aufräumung zugrunde gegangener Fettzellen durch Histiocyten
im Trypanblauentzündungsherd, Z. Anat. u. Entw. g., 110, 533—567.
Pfuhl W., 1940b. Beitrag zur Kenntnis der roten Blutkörperchen: Lebendigkeit,
Zellnatur, Struktur, Vorgang des Absterbens und Verhalten gegen Vitalfarben und andere
Substanzen, Z. Anat. u. Entw. g., 110, 634—644.
Piper A., 1941. Die interzelluläre und intrazelluläre Lage der Nerven im Epithel,
An. An., 91, 288—312. .
Pischinger A., 1926. Die Lage des isoelektrischen Punktes histologischer Elemente
als Ursache ihrer verschiedenen Färbbarkeit, Z. Zellf., 3, 169—197.
Pischinger A., 1927. Diffusibilität und Dispersität von Farbstoffen und ihre
Beziehung zur Färbung bei verschiedenen H-Ionen-Konzentrationen, Z. Zellf., 5, 347—385.
Pischinger A., 1930. Zur elektivcn Darstellung der Kerne und Nissl-Schollen mit
_ gepufferten Farblösungen, Verh. Anat. Ges., 232.
Pischinger A., 1931. Ueber das Sarkoplasma, Z. mikr.-anat. F., 26, 371—398.
Pischinger A., 1937. Untersuchungen über die Kernstruktur, besonders über die
Beziehungen zwischen Struktur im Leben und nach Fixierung, Z. Zellf., 26, 249—280.
Pischinger A., 1941. Ueber die Acetalphosphatide, ihre Verteilung in der Niere und
ihre Beziehungen zum Vitamin C., Z. mikr.-anat. F., 50, 590—612.
Pischinger A., 1942. Ueber den Einfluß der histologischen Technik auf die
Acetalphosphatide in den Geweben, Z. mikr.-anat. F., 52, 530—551.
Pischinger A., 1943. Der Formaldehyd als Ursache für die besonderen Erscheinungen?
bei der Einschlußfärbung (Feyrter), Z. mikr.-anat. F53, 46—64.
Pischinger A., Boerne r-P a t z e 1 t D., 1929. Zur Sarkosomenfrage, Z. mikr.
anat. F., 17, 229—252.
Plank R., 1918. Ueber den Einfluß der Gefriergeschwindigkeit auf die histologischen
Veränderungen tierischer Gewebe, Z. allg. Phys., 17, 221—238.
Platner G., J885. Ueber die Spermatogenese bei den Pulmonaten, А. т. A., 25, 564—581.
Plefcnik J., 1903. Tetrachlorkohlenstoff als Durchgangsmedium bei der Einbettung
osmierter Objekte, Z. w. M., 19, 329.
P 1 e n к H., 1927. Ueber argyrophile Fasern (Gitterfasern) und ihre Bildungszellen, Erg^
Anat. Entw., 27, 302—412.
Plenk H., 1929. Perizyten an Kapillaren des Zentralnervensystems, An: An., 66,
369—377. *
Plenk H.," 1931. Zur Entwicklung des menschlichen Magens, Z. mikr.-anat. F., 26,
547—645.
Plenk H., 1932. Der Magen, Handb. d. mikr. Anat., her. v. Möllendorff, 5, 2 TeiU
1—234.

Литература
633
Plotnikow I., 1930. Photochemische Arbeitsmethoden in der Biologie, Handb. d.
biol.. Arbeitsmeth., Abt. 3, Teil 2.
von Podhradsky L., 1933. Ueber die Darstellung der Nervenelemente in aufge-
* klebten Schnitten, Eine kritische Bearbeitung und modificierte Anwendung des
Davenportschen Verfahrens, Z. w. M., 50, 285—295.
Подвысоцкий В. В., 1887. Ueber die Beziehungen der quergestreiften Muskeln zum
Papillarteil der Lippenhaut, А. т. A., 30, 327.
Poetter E., 1915. Ueber eine neue Modifikation zu den Färbungsmethoden von Glia-
strukturen, Z. w. M., 32, 373—378.
Policard A., 1913. La fixation froide, C. R. Ass. Anat., AI—AI.
Policard A., 1924. La microincineration et son interet dans les recherches histo-
chimiques, Bull. Hist, appl., 1, 26.
Policard A., 1926. Sur la nature du revetement des alveoles pulmonaires des mam-
mifores, Bull. Hist, appl., 3, 236.
Policard A., 1929. La microincineration des cellules et des tissus, Prot., 7,464.
Po Ii card A., 1933. L'Histospectrographie, Prot., 19, 602—629.
Policard A., Okkels H., 1932. Die Mikroveraschung (Mikrospodographie) als
histochemische Hilfsmethode, Handb. d. biol. Arbeitsmeth., her. v. Abderhalden,
5, 1815.
Policard A., Garnier M., 1905. Alterations cadaveriques des epitheliums
renaux, C. R. Soc. Biol. Paris.
Politzer G., 1924. Versuche über den Einfluß des Neütralrots auf die Zellteilung,
Z. Zell. Gew. L, 1, 644—670.
Politzer G., 1928a. Ueber Zahl, Lage und Beschaffenheit der «Urkeimzellen»
eines menschlichen Embryos mit 26—27 Ursegmentpaaren, Z. Anat. Entw. g., 87,
766—780.
Politzer G., 1928b. Ueber eine Verbesserung der Ergebnisse des Wachsplattenrekon-
struktionsverfahrens durch Anwendung der Röntgenstrahlen, Z. w. M., 45, 145—154.
Poll, 1908, Demonstration, An. An., 32, Ergänzugsch., 304.
Polläk O. J., Joel Ch., 1938. Zur Morphologie der männlichen Keimzellen, A. exp.
Zellf., 22, 77—89.
Pommer, 1885. Ueber Methoden, welche zum Studium der Ablagerungsverhältnisse
der Knochensalze und zum Nachweis kalkloser Knochenpartieft brauchbar sind, Z. w. M.,
2, 151—156.
Pommer, 1913. Mikroskopische Befunde bei Arthritis deformans, Akad. Wiss. Wien,
math.-naturw. Kl., 89.
Poska-Teiss L., 1934. Eine Methode zur Herstellung von Präparaten isolierter
Flimmerepithelzellen, Z. w. M., 51, 238—243.
P о s о P., 1910. Ueber Fixierung und Einbettung von Placenta und Uterus des Menschen,
Z. w. M., 27, 353—359.
PranterV., 1902a. Zur Färbung der elastischen Fasern, Zbl. Path., 13, 292—299.
P ranter V., 1902b. Zur Paraffintechnik, Z. w. M., .19, 329—333.
Pratje A., 1930. Ueber die plastische Darstellung der Binnenräume und Organe in
Wachsplattenrekonstruktionen durch Anwendung der Röntgenstrahlen, Z. w. M.,
47, 181—199.
P r e n a n t M., 1922. Sur une technique de coloration des vaisseaux, Bull. Soc. Zool.
France, 46, 140—143.
Prickett С. O., Stevens C., 1939. The polarized light method for the study
of myelin degeneration as compared with the Marc'hi and Sudan III methods, Amer.
Journ. Path., 15,
Pro 11 F., 1926. Beiträge zur vitalen Knochenfärbung, Z. Zellf. u. mikr. Anat., 3,
461—471,
Prudden J. M., 1885. Zusammensetzung des Delafieldschen Hämatoxylins, 288.
Pulcher Cl., 1927. Colorazione istologische e punto isoelettrico, Arch. per. le Science
med., 50, 489—496.
Quastler H., 1932. Steigerung der Meßgenauigkeit bei Messung kleinster sichtbarer
Größen mit dem Schraubenmikrometer, Z. w. M., 49, 195—207.
R ab 1 C, 1885. Ueber Zellteilung, Moph. Jahrb., 10, 214—330.
Rabl C., 1894. Einiges über Methoden, Z. w. M., Ii, 164—172.
Rabl C, 1900. Ueber den Bau und Entwicklung der Linse, Leipzig.
R a b 1 C. R. H., 1923. Ueber die Kalkablagerung bei der Knochenentwickhmg, Klin.
Woch., 2, № 35, 1644—1646.
Rabl C. R. H. , 1926. Histologischer Nachweis löslicher Kalziumverbindungen, Klin.
Woch., 5, № 9, 365.
Rabl H., 1891. Die Entwicklung und Struktur der Nebennieren bei den Vögeln, A. m. A.t
38, 492—523.
Rachow A., Handbuch der Zierfischkunde, Wegner, Stuttgart.
Ramsthaler P., 1937. Ueber einen neuen Opakilluminator, Z. w. M., 54, 318—327.
Ranke O., 1928. Ueber eine selbsttätige Alkoholreihe, Z. w. M., 45, 46—50.

634
Литература
R an son S. W., 1912. The structure of the spinal ganglia and of the spinal nerve,
Journ. comp. Neur., 22, 159—169.
R a n v i e r, 1868. Technique, microscopique, Journ. de Г Anat.
R a n v i e r, 1874. Arch. Physiol. norm. Pathol., 1, 782. *
R a n v i e r, 1875. Des preparations du tissu osseux avec le bleu d'aniline insoluble dans
Геаи et soluble dans l'alkohol, Trav. Lab. Histol., 16—21.
R an vi er, 1878. Lecons sur Thistologie du Systeme nerveux, 1, 352; 2, 380.
R a n v i e r, 1880. Lemons d'anatomie generale sur le Systeme musculaire, Paris.
R a n v i e r, 1881. Lecons d'anatomie generale, Terminaisons nerveuses sensitives Gornee,
Paris.
Й anvier, 1885. Les membranes muqueuses et le Systeme glandulaire, Journ. de Mi-
crographie.
R a n v i e r, 1889. Traite technique d'histologie, Paris, 2 ed.
R a n v i e r, 1891. Transformation in vitro des cellules lymphatiques en clasmatocytes,
Journ. de Microgr., 15.
Rasmussen А. Т., Herrick R., 1922. A method for the volumetric study of
the human Hypophysis cerebri with illustrative results. Proc. Soc. exp. Biol. Med.,
19., 416—423.
Raspail P. V., 1833. Nouveau Systeme de chimie organique fonde sur des Methodes
nouvelles d'observation, Bailliere, Paris.
Rath 0., vom, 1895. Zur Konservierungstechnik, An. An., 11, 280—888.
R а и b e r A., 1875. Ueber die Stellung des Hühnchens im Entwicklungsplan, Engelmann.
R awi tz В., 1908. Neue Fixierungs- und Färbungsmetboden, Z. w. M., 25, 385—396.
R e d e n z, 1929. Ein elektrischer Heizofen zum Strecken von Paraffinschnitten, Z. w. M.,
46, 376—378.
R e g а и d GL, 1910. Etudes sur la structure des tubes seminiferes et sur la Spermatogenese
chez les mammiferes, A. d* Anat. Micr., 11, 291—431.
Regaud Cl., Dubreuil G., 1903. Sur un nouveau procede d'argentation des
epitheliums au moyen de protargol, Bibl. anat. Suppl. C. R. de Г Assoc. des Anat.
Regaud CL, Policard A., 1913. Sur la signification de la retention de chrome
§ar les tissus en technique histologique au point de vue des lipoids et des mitochon-
ries, C. R. Soc. Biol. Paris., 74, 449—551.
Regendanz P., Reichenow E., 1933. Die Entwicklung von Babesia canis
in Dermancenter reticulatus, A. Protistenk., 79, 50—71.
В e i с h F., 1907.'Ueber den zelligen Aufbau der Nervenfaser auf Grund mikrohistochemi-
scher Untersuchungen, 1 Teil, Journ. Psych. Neur., 8, 244—273.
Л eichardt H., Wetzel A., 1928. Paraffineinbettungsmethode nach
vorhergegangener Celloidindurchtränkung unter Vermeidung der härtenden Intermedien
Xylol, Benzol, Chloroform, Z. w. M., 45, 476—479.
Reichenow E., 1928. Ergebnisse der Nuklealfärbung bei Protozoen, A. Protistenk.,
61, 124-166.
JReimann, Unna, 1912. Die Verbesserung der Färbung durch Fixierung des Gewebes
mit Chlorzink, Med. Klin., 8, № 32.
R e i n e r t* G. G., 1937. Praktische Mikrophotographie, Halle.
Reiser К. A., 1935. Ueber die Innervation der Hornhaut des Auges, A. Augenheilk.,
109, 251.
Beisinger, цит. по Spemann, 42, 704.
Bibbert, 1896. Ueber die Anwendung der von Mallory für das Zentralnervensystem
empfohlenen Farblösung auf andere Gewebe, Zbl. Path., 7, 427—429.
Richmaib I.M., Gelfand M., H i 11 I. M., 1946. A method of decalcifying bone
for histologic section, A. of Path., 44, 92.
Richter D., 1937. Vital staining of bones with madder, Bioch. Journ., 31, 591—595.
Richter О., 1922. Beiträge zur mikrochemischen Eisenprobe, Z. w. M., 39, 1—28.
Rieckenberg, Mikrokosmos, 11.
Riegele L., 1928. Ueber das feinere Verhalten der Nerven in der Leber, Z. mikr.-anat. F.,
14, 73—98.
R i e n h о f f, 1929. Gross and microscopic structure of the thyroid gland in man, A. Surg.,
19, 986—1036.
Ries E., 1935. Zur Histophysiologie des Mäusepankreas nach Lebendbeobachtung,
Vitalfärbung und Stufenuntersuchung, Z. Zellf., 22, 523—585.
Ries E., 1937. Untersuchungen über den Zelltod, I. Die Veränderung der Färbbarkeit
beim Absterben der Zellen, mit besonderer Berücksichtigung der vitalen und
postvitalen Kernfärbung, Z. Zellf., 26, 507—564.
Hies E., 1938. Grundriß der Histophysiologie, Leipzig.
Ries E., 1940. Ueber den submikroskopischen Bau der Pankreaszelle, Z. mikr.-anat. F.,
47, 456—466.
R i o-H о r t e g a P., 1916a. Nuevas reglas para la coloracion constante de las formaciones
conectivas por el metodo de Achucarro, Trab. Labor. Investig. Biol. Univ. Madrid,
14,181—188.

Литература
635
R i о-Н о г t е g а P., 1916b. Estudios sobre el centrosoma de las cellulas nerviosas
у neuroglicas de los vertebrados en sus formas normales у anormales, там же, 14,
117—153.
R i о-Н о r t e g a P., 1917a. Noticia de un nuevoy facil metodo para la coloracion de
la neuroglia у del tejido conjuntivo, Trab. Labor. Investig. Biol. Univ. Madrid, 15,
367—378.
R i о-Н о r t e g a P., 1917b. Contribucion al conociemento de las epitelio fibrillas,
там же, 15, 201—299.
R i о-Н о r t e g а P. 1919. Goloracion rapida de tejidos normales у patologicos con car-
bonatode plata ammonical, Trab. Labor. Investig. Biol. Univ. Madrid, 17, 229—235.
R i о-Н о r t e g a P., 1921a. El tercer elemento de los centros nerviosos: histogenesis
у evolucion normal; exodo у distribucion regional de la microglia, Mem. R. Socied.
Esp. Hist. Nat., 11, 213—268.
R i o-H or tega P., -1921b. La glia de escasas radiaciones (Oligodendroglia), Archivos
de Neurobiologia, 2, 1—2 8, Madrid.
R i о-Н о r t e g a P., 1923. Constitution histologique de la glande pineale. I. Cellules
parenchymateuses, Trab. Labor. Investig. Biol. Univ. Madrid, 21, 95—142.
R i о-Н о r t e g a P., 1926. Einfache Art, die Epithelfibrillen und gewisse
protoplasmatische Netze von schwieriger Demonstration zu färben, Bol. de la Real Soc. Esp. de
Hist. Nat. Madrid, 26, 107—113.
R i о-Н о r t e g a P., 1927., Innovaciones utiles en la tecnica de coloracion de la
microglia у otres elementos del sistema macrofagico, Bol. de la Real Soc. Esp. de Hist. Nat.
Madrid, 27, 199.
R о d i e r, 1900. Sur la pression osmotique du sang et des liquides internes chez les Poissons
Selaciens, C. R. Acad. Sc. Paris, 131, 1008—1010.
R о d i n о D., 1939. La rigenerazione del tessuto nervoso periferico, A. zool. ital., 27.
Röhl W., 1905. Ueber Kalkablagerung und -ausscheidung in der Niere, Ziegl. В., 7 Supp.,
456—467.
Rose C, 1892. Ueber die v. Kochsche Versteinerungsmethode, An. An., 7, 512—519.
R ö t h i g P., 1900. Ueber einen neuen Farbstoff namens «Kresofuchsim, А. т. А., 56,
354.
R ö th i g P., 1904. Handbuch der embryologischen Technik, Wiesbaden.
R ö t h i g P., 1909. Zur Darstellung der Zellgruppierüngen im Zentralnervensystem, Fol.
neur., 2, 385—388.
R ö t h i g P., 1914. Ueber eine Nachfärbung bei Weigert-Pal-Präparaten, Neur. Zbl., № 4.
Röthig P., 1915. Weitere Erfahrungen über Vital—Scharlach VIII. Neur. Zfc/.,№7/8. .
R ö t h i g P., 1931. Einige Erfahrungen mit technischen Methoden zur Untersuchung
kleinerer Gehirne, Z. mikr.-anat. F , 24, 399—411.
Rogers M. W., 1931. New silver methods for paraffin sections, Anat. Ree, 49, 81—85.
Rohr К., 1940. Das menschliche Knochenmark, Thieme, Leipzig.
von Rohr M,, 1930. Die optischen Instrumente, 4 Aufl., Berlin.
Rojas P., 1917. Degener acion у regeneracion experimental de los nervios perifericos,
Trab. Labor. Investig. Biol. Univ. Madrid., 15, 301—358.
Rollett A., 1858. Untersuchungen über die Struktur des Bindegewebes, Sitz.-Ber. math.-
nat. Kl. Akad. Wiss. Wien, 30.
Rollett A., 1871. Von den Bindesubstanzen, Strickers Handbuch der Lehre von den
Geweben, Leipzig.
R о 11 еЧ t А., 1872. Ueber die Hornhaut, Strickers Handbuch der Lehre von den Geweben,
Leipzig.
Rollett A., 1885. Untersuchungen über den Bau der quergestreiften Muskelfasern,
- Denkschr. Akad. Wien, math.-nat. KL, 49, Abt. 1, 81—132; 51, Abt. 1, 23—68.
Rollett A., 1889. Anatomische und physiologische Bemerkungen über die Muskeln
der Fledermäuse, Sitz.-Ber. math.-nat. Kl. Akad. Wiss. Wien, 98, Abt. 3, 169—183.
Roishoven E., 1937. Rekonstruktionen histologischer Objekte auf durchsichtigen
Werkstoffen, Z. w. üf„ 54, 328—338.
Roman В., 1918. Ueber vitale Färbung von elastischen Fasern durch Thienyl-Chinolin-
Karbonsäure, Korrbl. Schweiz. Arzte, 48, 1638—1653.
Romeia В., 1911. Die Architektur des Knorpels vor der Osteogenese und in der ersten
Zeit derselben, A. Entw. Mech., 31, 387—422.
Romeis В., 1912. Ein verbesserter Kulturapparat für Explantate, Z. w. M., 29,
530—534.
Romeis В., 1913. Beobachtungen über die Piastosomen von Asc. meg. während der
Embryonalentwicklung, А. т. A., 81, 129—182.
Rom eis В., 1918. Experimentelle Untersuchungen über die Wirkungen innersekret. .
Organe, Z. ses. exp. Med., 6, 101—288.
R о m e i s В., 1921. Untersuchungen zur Verjüngungshypothese Steinachs, Münch. Med.
Woch., 600—604.
R о m e i s В., 1922. Ueber die neuen Methoden S. Bechers zur Echtfärbung der Zellkerne
mit künstlichen Beizenfarbstoffen, Naturw., H. 34.

636
Литература
R о m е i s В., 1927. Zur Methodik der Fettfärbung mit Sudan III. Virch. A., 264, 301—304.
Rom eis В., 1928. Mikrophotographie, Method, wiss. Biol., 2, 411—455.
R о m e i s В., 1929. Weitere Untersuchungen zur Theorie und Technik der Sudanfärbung,,
Z. mikr.-anat: F., 16, 525—585.
R о m e i s В., 1936. Neue Untersuchungen zur Fettfärbung mit Sudan, Zbl. Path., 66,.
97—104.
R о m e i s В., 1940. Artikel «Hypophyse», Handb. d. mikr. Anat., her. v. Möllendorff.,
6, 3, 625.
R о m e i s В., 1944. Untersuchungen über die Darstellung des Leberglykogens nach Best
und nach H. Bauer, Z. mikr.-anat. F.
Роскин Г. И., Маслова А., 1935. Vitalfärbung mit Hyposulfitweiß, Z. w. M., 52,
309 312.
Ross R., 1903. Lancet, 1, 86.
Rost A., 1904. Monographie des Hämatoxylins, Diss. Bern.
Rostock P., 1922. Das biologische Verhalten der Gewebe und Organe gegenüber
physiology NaCl—Lösung, und Normasal—Lösung, Mitt. Grenzgeb. med. Chir., 34,
Рубашкин В. Я., 1907. Eine neue Methode zur Herstellung von Gelloidinserien„
An. An., 31, 30—31.
Рубашкин В. Я., 1910. Chondriosomen und Differenzierungsprozesse bei
Säugetierembryonen, Anat. #., 41, 401—431.
Рубашкин В. Я., 1912. Zur Lehre von der Keimbahn bei Säugetieren, Über die
Entwicklung der Keimdrüsen, Anat. H., 46, 345—411.
R u d b e r g, 1907. Studien über Thymusinvolution. I. Die Involution nach
Röntgenbestrahlung, An. An., 32, 123.
Руднев В. Г., 1907. Ueber gleichzeitiges Fixieren usw. in einer äther-alkoholischen
Celloidinlösung usw., Z. w. M., 24, 243—253.
R u i j t e r J. H. C, 1931. Eine einfache Methode für das Aufkleben von Celloidin-Paraffin-
schnitten, Z. w. M.t 48, 226.
R u i j t e r J. H. C. j 1934. Eine Methode zum Umranden von Präparaten, Z. w. M., 51, 374.
R u z i с k a, 1924. Beiträge zum Studium der Protoplasmahystercsis und der hysteretischen?
Vorgänge, I Mitt., А. т. A. u.Entw.-Mech., 10, 459—482.
Rydberg E., 1932. Cerebral injury in newborn children, consequent on birth trauma;
with an inquiry into the normal and patological anatomy of the neuroglia, Acta Pathol,
et Microbiol. Scand., Suppl., 10, 1—247.
Salazar A. L., 1923a. La methode tanno—ferrique; mordancage tanno-acetique, Anat.
Ree, 26, 60—64.
Salazar A. L:, 1924. La Coloration nucleaireet de fond dans les coupes traites pa*
le tannin-fer., Anat. Ree, 28, 305—307.
Sailer, 1927. Untersuchungen über das Wachstum bei Säugetieren (Nagern), A. Entw.
Mech., 111,497, .
Sandegren, 1917. Ueber die Anpassung der von Hammar angegebenen Methode der
mikroskopischen Analyse des Thymus an den Thymus des Kaninchens, An. An., 50r
30—39.
Sandmann G., 1885. Ueber die Verteilung der motorischen Endapparate in den
quergestreiften Muskeln der Wirbeltiere, A. Anat. Physiol.,'Physiol. Abt., 240.
Sanfelice F., 1918. Recherches sur la genesedes corpuscules du Molluscum contagiosum,.
Ann. Inst. Pasteur, 32. *
Sannomiya N., 1926. Sulfosalizylsäure als Fixierungsmittel, Fol. anat. jap., 4„
363—374.
Sannomiya N., 1927. Morphol. Studien über die Schmidt—Lantermannschen
Einkerbungen, Fol. anat. jap., 5, 243—255.
S'aphier J., 1920. Trichloraethylen in medizinischer Verwendung, M. M. W., 67, 133.
Savini E., 1921. Die Lipoide der Leukocytengranula, Wien. med. Woch. 46, 1964.
Saxen A., 1937. Zwei Silberimprägnationsmethoden zur Darstellung der neurofibrillärent
Strukturen, besonders der marklosen Achsenzylinder der Sinnesendstellen im
Innenohr., Z. w. M., 54, 167—180.
Шабадаш А. Л., 1930a. Untersuchungen zur Methodik der Methylenblaufärbung des
vegetativen Nervensystems, Z. Zell f., 10, 221—243.
Шабадаш А. Л., 1930b. Zur Theorie und Praxis des Fixierens der Methylenblaufärbung
des Nervensystems, Z. Zellf., 10, 244—253.
Шабадаш А. Л., 1930c. Die Nerven des Magens der Katze, Z. Zellf., 1,0, 254—319.
Шабадаш А. Л., 1930d. Intramurale Nervengeflechte des Darmrohrs, Z. Zellf., 10„
320-385.
Шабадаш ,А. Л., 1937. Морфология распределения и превращения гликогена, I.
Принципы фиксации и окраски гликогена, Бюлл. аксп. виол, и мед., 4, 10—13.
Шабадаш А. Л., 1939. Теория и практика прижизненной окраски нервной системы
метиленовой синью, Изд. Горьк. Мед. Инст., Горький.
Schaffer J., 1888. Die Färberei zum Studium der Knochenentwicklung, Z. w. M., 5.

Литература
637
Schaffer J., 1893a. Die Methode der histologischen Untersuchung des
Knochengewebes, Z. w. M., 10.
Schaffer J., 1893b. Beiträge zur Histologie und Histogenese der quergestreften
Muskelfasern usw., Sitz. Ber. Wien. Akad., 102, Abt. 3, 7—148.
Schaffer J., 1896. Mikro technisches. Histologisches. Geschichte des Mikroskops, Wien,
klin. Wochenschrift, № 45.
Schaffer J., 1899. Zur Kenntnis der glatten Muskelzellen, insbesondere ihrer
Verbindung, Z. w. Zool., 66, 214—268.
Schaffer J., 1899b. Eine einfache Vorrichtung zum raschen Entwässern histologischer
Objekte, Z. w. M., 19.
Schaff er J., 1902. Versuche mit Entkalkungsflüssigkeiten, Z. w. M., 19, 308—328,
441—463.
Schaffer J., 1906. Ueber den feineren Bau und die Entwicklung des Knorpelgewebes
und über verwandte Formen der Stützsubstanzen II Teil, Z. w. Zool., 80.
Schaff er J., 1907. Ueber das Färben der grobkörnigen sog. Mastzellen, Zbl. Phys.,
21, 258—262.
Schaffer J., 1908. Zur Histologie der Unterkieferspeicheldrüsen bei Insektivoren,
Z. w. Zoolf, 89, 1—27.
Schaffer J., 1914. Kleinere histologische Mitteilungen. 3. Über eine isolierte Färbung
der Haarcuticula, Verh. anat. Ges., 99—101.
Schaffer J., 1917. Beitrage zur Histologie menschlicher* Organe. VIII. Glandula bul-
bourethralis und vestibularis major, Sitz.-Ber. Akad. Wiss. Wien, Nath.-naturw. KL,
126, 27—45.
Schaffer J., 1918. Veränderungen an Gewebselementen durch einseitige Wirkung der
Fixierungsflüssigkeit u. Allgemeine über Fixierung, An. An., 51, 353.
Schaffer J., 1922. Lehrbuch der Histologie und Histogenese, 2 Aufl., Leipzig,
W. Engelmann.
Schaf f er J., 1926. Artikel «Knochen und Zähne», Enzykl. mikr. Techn, 3 Aufl., 2,
1148—1200.
.Schaffer J., 1926. Artikel «Knorpel», Enzykl. mikr. Techn., 3 Aufl., 2, 1200—1235.
Schaffer J., 1940. Die Hautdrüsenorgane der Säugetiere, Berlin—Wien.
Schaper A., 1904. Eine Methode zur Durchschneidung größer Wachsmodelle, Z. w. M.,
21,200-206.
Scharpff W., 1926. Ein Beitrag zur Technik der histologischen Untersuchung
menschlicher Hautkapillaren, Z. w. M., 43, 240—243.
Scharrer E., 1933. Zelloidinserien, Z. w. M., 50, 187—188.
Scheffer W., 1911. Wirkungsweise und Gebrauch des Mikroskops, Leipzig.
Scheid K. F., 1930. Histologische Studien am Gehirn mit Hilfe der Schnittveraschimg,
Virch. A., 277, 673—693.
Scheuring, 1913. Die Augen der Arachnoiden, Zool. Jahrb., Abt. Morph., 33, 553—636.
Schief ferdecker P., 1882. Ueber die Verwendung des Zelloidins in der
anatomischen Technik, A. Anat. Physiol. , Anat. ЛЬ*.,"199--203.
Schi^efferdecker P., 1886. Methode zur Isolierung von Epithelzellen, Z. w. M.,
Schief ferdecker P., 1921. Ueber das Auftreten der elastischen Fasern in der
Tierreihe usw., А. т. A., 95, 134—185.
Schiller W., 1930. Gewebsfixierung unter Erhaltung der basischen Kernfärbung, Z.
Zellf., 11, 63—178.
Schilling V., 1933. Anleitung zur Diagnose im dicken Bluttropfen, 4 Aufb, Jena.
Schilling V., 1938. Praktische Blutlehre, 8/9 Aufl.
Schi mert J., 1938. Die Endigungsweise des Tractus vestibulospinalis, Z. Anat. Entw. g.
108, 353—364.
Schlemmer A., 1910. Ueber die Herstellung der ammoniakalischen Silbersalzlösung
bei der Imprägnationsmethode Bielschowskys., Z. w. M., 27, 22.
Schmeer K., 1940. Die Berechnung der Nierenkörperchenzahl beim Hunde, An. An.,
89, 353—364.
Schmelzer W., 1896. Studien über den pathol.-anat. Befund bei der
Wismutvergiftung, Diss. Dorpat.
Schmelzer W., 1932. Das Kollodiumhäutchenverfahren, Z. w. M., 49, 357—361.
Schmelzer W.; 1933a. Herstellung von Trockenpräparaten aus Schleimhäuten usw.
zur Betrachtung ihrer Oberflächengestaltung im auffalenden Licht mittels
Binokularmikroskop, Z. w. M., 50, 335—339.
Schmelzer W., 1933b. Der mikrochemische Nachweis von Eisen in Gewebselementen
* mittels Rhodanwasserstoffsäure und die Konservierung der Reaktion in Paraffinöl,
Z. w. M., 50, 99—102.
Schmelzer W., 1933c. Hecheln und Raspeln, angewandt auf tierische Gewebe, Z. w. M.t
51, 516—518.
Schmidt F. W., 1910. Die Aufhebung der Formalin-Härtung usw., Z. w. M., 27,
214—218.

638
Литература
Schmidt G., 1906. Ueber die Resorption von Methylenblau durch das Darmepithel,
Pflüg. A., 113, H. 9, 10.
Schmidt J. E., 1905. Beiträge zur normalen und pathologischen Histologie einiger
Zellartender Schleimhaut des menschlichen Darmkanäls, A.m. А. и. Entw. ifcf.,66,
12—40.
Schmidt M. В., 1924. Ueber vitale Fettfärbung in Geweben und Sekreten durch SurU ^
und geschwulstartige Wucherungen der ausscheidenden Drüse»». Virch. A.%
432—451.
Schmidt V., 1927. Die Histogenese der quergestreiften Muskelfaser und des
Muskelsehnenüberganges, Z. mikr.-anat. F., 8, 97—184.
Schmidt W.J., 1910. Studien am Integument der Reptilien, I, Z. w. Zool., 99.
Schmidt W. J., 1913. Studien usw., IV, Zool. Jahrb., Anat. Abt., 36, 377—464.
Schmidt W. J., 1914. Studien usw., V, Zool. Jahrb., Anat. Abt., 38, 1—102.
Schmidt W. J., 1917. Die Ghromatophoren der Reptilienhaut, А. т. A., 90, I,
98—259.
Schmidt W. J., 1918a. Zur Kenntnis der lipochromführenden Farbzellen in der Haut
nach Untersuchungen an Salam. mac, Derm. Z., 25, 324—328.
Schmidt W. J., 1918b. Ueber die Methoden zur mikroskopischen Untersuchung der
Farbzellen und Pigmente in der Haut "der Wirbeltiere, Z. w. M., 35, 1—43.
Schmidt W. J., 1920a. jVom Polarisationsmikroskop und seiner Anwendung, Z. w. M.,
37, 1—35.
Schmidt W. J., 1920b. Ueber die Untersuchung tierischer Hartsubstanzen mittels
Opakilluminators, Z. w. M., 37, 101—119.
Schmidt W. J., 1923. Ueber die Bedeutung polarisationsmikroskopischer Forschungen
in der Zoologie, Z. w.M., 40, 97—114.
Schmidt W. J., 1924a. Die lausteine des Tierkörpers in polarisiertem Lichte, XII, Bonn.
Schmidt W. J., 1924b. Anleitung zur polärisationsmikroskopischen Untersuchung für
Biologen, Bonn.
Schmidt W. J. 1924c. Der neue automatisch regulierende elektrische Heiztisch von
E. Leitz, Z.-W: M., 41, 335—342.
Schmidt W. J., 1925. CBMP von E. Leitz, Wetzlar, ein Polarisationsmikroskop für
Biologen, Z. w. M., 42, 313—321.
Schmidt W. J., 1928. Polarisationsmikroskopie, Method, wiss. Biol., 1, 380—417.
Schmidt W. J., 1931. Dichroitische Färbung tierischer und pflanzlicher Gewebe,
Handb. d. biol. Arbeitsmeth., her. v. Abderhalden, Abt. 5, Teil 2/2, 1835—1924. .
Schmidt W. J., 1932a. Ueber Paraffinreste in Zellkernen und anderen Gewebeanteilen
bei Schnittpräparaten, Z. w. M., 49, 84—91.
Schmidt W. J., 1932b. Ueber Bedeutung und Herstellung kollagenfreier
Knochenschliffe, Z. w. M., 49, 417—426.
Schmidt W. J., 1932c. Beiträge zur Doppelbrechung des menschlichen Kopfhaares,
Z. Zellf., 15, 188—206.
Schmidt W. J., 1935a. Polarisationsoptische Analyse des submikroskopischen Baues
von Zellen und Geweben, Handb. d. biol. Arbeitsmeth., her. v. Abderhalden, Abt. 5,
Teil 10, Lief. 429, 435—665.
Schmidt W. J., 1935b. Silber-und Golddichroismus quergestreifter Muskelfasern, Z. w.
M., 52, 397—405.
Schmidt W. J., 1937a. Desosmierung, Gold- und Manganbehandlung osmierter
Nervenfasern und ihr Einfluß auf die Polarisationsoptik, Z. w. M., 54, 390—397.
Schmidt W. J., 1937b. Die Doppelbrechung von Karyoplasma, Cytoplasma und Meta-
plasma, Protopl. Monograph, 11, Berlin.
Schmidt W. J., 1938. Neuere polarisationsoptische Arbeiten auf dem Gebiete der
Biologie, I, Prot., 29, 300—312, 435—467.
Schmidt W. J., 1939a. Ueber Doppelbrechung und Feinbau der КегшпетЬгап* Prot.,
32. 193—198.
Schmidt W. J., 1939b. Herstellung von Präparaten zur polarisationsoptischen
Untersuchung der Chromosomen in den Speicheldrüsenkernen der Chironomuslarven, Z. tv.
M., 56, 1—7.
Schmidt W. J., 1939c. Der molekulare Bau der Zelle, Nova Acta Leopoldina, 7, № 4ß,
1—24.
Schmidt -W. J., 1939d. Ueber den polarisationsoptischen Nachweis des Chitins bei Tieren
und Pflanzen, Z. w. M., 56, 24—51.
Schmidt W. J., 1940a. Doppelbrechnung der Kernspindel und Zugfasertheorie der
Chromosomenbewegung, Chromosoma, 1, 253—264.
Schmidt W. J., 1940b. Neuere polarisationsoptische Arbeiten auf dem Gebiete der
Biologie. II, Prot., 34, 237—313.
Schmidt W. J., 1941. Einiges über optische Anisotropie und Feinbau von Chromatin
und Chromosomen, Chromosoma, 2, 86—110.
Schmidtmann M., 1924. Ueber eine Methode zur Bestimmung der Wasserstoff zahl im
Gewebe und in einzehlen Zellen, Bioch. Z., 150, 253—255.

Литература
639»
Schmidtmann М., 1928. Mikroskopischer Nachweis der Zellpigmente und Lipoide,
Method, wiss. BioL, 1, 981—1015.
Schmincke A., 1916. Ueber die normale und pathologische Physiologie der Milz,
Münch, med. Woch., Heft 28, 29, 30 und 31.
Schmincke A., 1921. Methoden zur morphologischen Untersuchung der Milz,
Abderhaldens Handb. biochem. Arbeitsmeth., Abt. 8, Berlin.
S с h m о r 1 G., 1931. Zur Technik der Knochenuntersuchung, Ziegl. B. 87, 585—598.
Schmorl G., 1934. Die pathologisch-histologischen Untersuchungsmethoden, 16 Aufl.,
« Leipzig.
Schouten S. L., 1934. Der Mikromanipulator, Z. w. M., 51, 421—515.
Schönfeld M., 1935. Morphologisch-experimentelle Untersuchungen über die
Kernstruktur der Leukocyten, Prot., 22, 179—192.
Schridde H., 1910. Methoden zur Fixierung und Einbettung von embryologischem
Material, Z. w. M., 27, 360—365.
Schridde H., Nägeli 0., 1910. Die hämatologische Technik, VI, Jena.
Schroeder K., 1939. Eine weitere Verbesserung meiner Markscheidenmethode am
Gefrierschnitt, Z. ges. Neur., 166, 588—:593.
Schuberg A., 1903. Untersuchungen über Zellverbindungen, Z. w. Zool., 74.
Schuberg A., 1909. Ueber die Färbung von Schnittpräparaten mit der Giemsaschen
Azur-Eosin-Methode, D. med. Woch., 2106.
Schuberg A., 1910. Zoolog. Praktikum, 1, Leipzig.
Schule, Frd. 1935. Ein Vergleich zwischen dem Muskelfaserende im normalen und im
Narbengewebe, Z. mikr.-anat. F., 37, 501—518.
Шуенпнов С., 1908. Eine Fibrin tinktionsmethode, Zbl. Path., 19.
S с h ü r h о f f P. N., 1922. Gefärbte Präparate bei Bitumi-Betrachtung, Z. w. M., 39,
29—30.
Schuhmann A., Das Kaninchen, Kosmos, Stuttgart.
Schulemann W., 1917. Die vitale Färbung mit sauren Farbstoffen in ihrer Bedeutung
für Anatomie, Physiologie, Pathologie und Phannakologie, Bioch. Z., Й0, 1—142.
Schulte A., 1924—1925. Eine Methode des mikrochemischen Cholesterinnachweises am
Gewebsschnitt, ZU. Path., 35, 314—316.
Schulten H., 1937. Die Sternalpunktion als diagnostische Methode, Thieme, Leipzig.
Schultz A., 1931a. Experimentelle Studien zur Harnsäure—Ausscheidung, Verh. D.
path. Ges., 26, 174—180.
Schultz A., 1931b. Ueber die Verwendung von Leuchtgas zur Herstellung anatomischer
Präparate in natürlichen Farben, Klin. Woch., 10, 7, 213—214..
Schultz A., Lohr G., 1925. Zur Frage der Spezifität der mikrochemischen Chole-
sterinreaktion mit Eisessig-Schwefelsäure, Zbl. Path., 36, 529—533.
Schultz A., Schmidt W., 1931. Histologische Darstellungsmethoden der
Harnsäure und Urate, Virch. A., 280, 529—533.
Schult z-B r a u n s O., 1929. Histo-tonochemische Untersuchungen an krankhaft
veränderten Organen unter Anwendung der Schnittveraschung, Virch. A., 273, 1—50.
Schult z-B r a u n s O., 1931a. Die Vorteile des Gefrierschneidens unfixierter Gewebe
für die histologische Technik, Zbl. Path., 50, 273—277.
Schult z-B r a u n s O., 1931b. Eine neue Methode des Gefrierschneidens für
histologische Schnelluntersuchungen, Klin. Woch., 10, 113—116.
Schult z-B r a u n s O., 1931c. Die Methode der Schnittveraschung unfixierter
tierischer Gewebe, Z. w. M., 48, 161—191.
Schult z-B r a u n s O., 1932. Verbesserungen mit Erfahrungen bei der Anwendung der
Methode des Gefrierschneidens unfixierter Gewebe, Zbl. Path., 54, 225—234.
Schultze M., 1864. Die Anwendung mit Jod konservierter tierischer Flüssigkeiten als
mazerierendes und konservierendes Mittel bei histologischen Untersuchungen, Virch.
A., 30, 263—265.
Schultze M., 1871. Essigsaures Kali zum Aufbewahren mikroskopischer Präparate,
А. т. A., 7.
Schultze M., R u d n e f f M., 1865. Weitere Mitteilungen über die Einwirkung der
Ueberosmiumsäure auf tierische Gewebe, А. т. A., 1.
Schultze 0, 1887. Untersuchungen über Reifung und Befruchtung des
Amphibieneies, Z. w. Zool., 45.
Schultze 0., 1897. Grundriß der Entwicklungsgeschichte des Menschen und der
Säugetiere, Leipzig.
Schultze 0., 1899. Ueber das erste Auftretender bilateralen Symmetrie im Verlauf der
Entwicklung, A. m. A., 55, 171—230.
Schultze 0., 1904. ' Ueber Stückfärbung mit Chromhämatoxylin, Z. w. M.
21, 5—9.
Schultze 0., 1906. Ueber den frühesten Nachweis der Markscheidenfärbung im
Nervengewebe, Sitz.-Ber. phys.-med: Ges. Würzburg.
Schultze 0., 1907. Ueber den Bau und die Bedeutung der Außencuticula der
Amphibienlarven, А. т. A., 69, 544—562.

€40
Литература
Schultze О., 1910а. Neue Methoden der histologischen aufhellenden und
korrodierenden Technik usw., Sitz.-Ber. phys.-med. Ges. Würzburg., N. F., 40,
№ 7, 157—168.
Schultze 0., 1910b. Ueber die Anwendung der Osmiumsäure und eine neue Osmium-
hämatoxylinmethode, Z. w. M., 27, 465—475.
Schultze 0., 1911. Ueber den direkten Zusammenhang der Muskeifibrillen und Sehnen-
fibrillen, А. т. A., 79, 307—331.
Schultze 0., 1918. Neues zur mikroskopischen Untersuchung des Zentralnervensystems,
Sitz.-Ber. phys.-med. Ges. Würzburg, 1—5.
Schultze W. H., 1909. Die Oxydasereaktion an Gewebsschnitten und ihre Bedeutung
für die Pathologie, Ziegl. В., 45.
Schultze W. H., 1917a. Zur Technik der Oxydasereaktion, Zbl. Path., 28, 8.
Schultze W. H., 1917b. Ueber das Paraphenyiendiamin in der histologischen
Färbetechnik und über eine neue Schnellfärbemethode der Nervenmarkscheiden am
Gefrierschnitt, Zbl. Path., 36, 639—640.
Schulze F. E., 1871. Die Lungen, Strickers Handbuch der Lehre von den Geweben,
Leipzig.
Schulze P., 1922. Ein neues Verfahren zum Bleichen und Erweichen tierischer
Hartgebilde, Sitz.-Ber. d. Ges. naturf. Freunde, 135—139.
Schulze P., 1922. Ueber Beziehungen zwischen pflanzlichen und tierischen
Skelettsubstanzen und über Chitinreaktionen, Biol. Zbl., 42, 388—394.
Schulze P., Kunike G., 1923. Zur Mikrochemie tierischer Skelettsubstanzen,
Biol. Zbl., 43, 556—559.
Schulze W., 1925. Die Anwendung neuerer, mikrochemischer Elektrolytreaktionen
auf das Verkalkungsproblem bei der Osteogenese, A. Entw. Mech., 106, 62—74.
Schumacher J., 1934. Eine einfache Methode zur Angleichung der Bild- und
Zeichenflächenhelligkeit bei Zeichenapparaten und-okularen, Z. w. M., 51, 392.
von Schumacher S., 1912. Bau, Entwicklung und systematische Stellung der
Blutlymphdrüsen, А. т. A., 81, 92—150.
Schummer Ch., 1935. Ein neues Mittel («Plastoid») und Verfahren zur Herstellung
korrosionsanatomischer Präparate, An. An., 81, 177—201.
Schuscik 0., 1920. Ueber die Methode zum mikroskopischen Nachweis von Kalk im
ossifizierenden Skelett, Z. w. M., 37, 215—232.
Schuurman n-S t e с к h о v e n, Jr., 1931. Haaröse und Haarspatel, zwei
mikroskopische Hilfsmittel, Zool. An., Suppl., 5, 321.
Schwalbe E., 1901. Technische Bemerkungen zur Karminfärbung des
Zentralnervensystems, Zbl, Path., 12.
Schwarz F., 1933. Untersuchungen über vorteilhafte Stückfärbung mit Karminen,
Z. w. M., 50, 305—322.
Scott G. H., 1934. A critical study and review of the method of microcineration, Prot.,
20, 133—151.
Scott G. H., Williams P. S., 1936. A simplified cryostat for the dehydration of
frozen tissues, Anat. Ree, 66, 475—481.
Seeliger M., 1937. Ueber den Bau des Gallengangsysterns bei den Carnivoren usw.,
Z.Zellf., 26, 578—602.
Seemann G., 1929. Ueber den feineren Bau der Lungenalveole, Beitr. path. Anat., 81.
Seemann G., 1930. Zur Technik der Supravitalfärbung, Z. w. M., 47, 323—325.
Seemann G., 1931. Histobiologie der Lungenalveole, Jena.
Sehrt E., 1927. Histologie und Chemie der Lipoide der weißen Blutzellen und ihre
Beziehungen zur Oxydasereaktion usw., Thieme, Leipzig.
Sehrwald E., 1889. Die Vermeidung der peripheren Niederschläge bei Golgis Chronv-
silberfärbung, Z. w. M., 6, 456—461.
Seifried O., 1927. Die wichtigsten Krankheiten des Kaninchens, Bergmann, München.
Seifried O., 1939. Neuzeitliche Sammlung und Ordnung histologischer Schnitte,"
Z. w. M., 56, 367—371.
Seki M., 1932—1934. Zur physikalischen Chemie der histologischen Färbung, I—VII,
Fol. anat. fapon, 10, 11, 12.
Seki M., 1933a. Zur physikalischen Chemie der histologischen Färbung, Z. Zellf., 18,
1—55.
Seki M., 1933b. Studien der elektrischen Ladung und Färbbarkeit der Erythrocyten in
Rücksicht auf die Beziehungen zwischen Stroma und Hämoglobin, I—IV, Z. Zellf.,
17, 139—159; 18, 544—554; Z. ges. exp. Med., 91, 593—601.
Seki M., 1933c. Zur Kenntnis der intra- und supravitalen Färbung, I—IV, Z. Zellf., 19,
238-308.
Seki M., 1937a. Untersuchungen mit nicht wäßrigen Flüssigkeiten, I. Fixierung von
Geweben in nicht wäßrigen Flüssigkeiten, Z. Zellf., 26, 305—320.
Seki M., 1937b. Untersuchungen mit nicht wäßrigen Flüssigkeiten. II. Schrumpfung von
fixierten Geweben während der Überführung von Wasser bis in Paraffin, Z. Zellf., 26,
321—337.

Литература
№
Seki М., 1937с. Untersuchungen mit nicht wäßrigen Flüssigkeiten. III. Erfahrungen auf
»dem Gebiete der Zelloidineinbettung, Z. Zellf., 26, 338—350.
Seki M., 1937d. Untersuchungen mit nicht wäßrigen Flüssigkeiten, IV. Kombinierte
Gelloidin-Parafrineinbettung, Z. Zellf., 27, 278—281.
Seki M., 1937e. Untersuchungen mit nicht wäßrigen Flüssigkeiten, V. Feingewebliche
Veränderungen, die bei Fixierung und Einbettung durch verschiedene nicht wäßrige
Flüssigkeiten verursacht werden, Z. Zellf., 27, 282—300.
Seki M., 1938. Untersuchungen mit nicht wäßrigen Flüssigkeiten. VII. Anwendung von
Anilin, Karbolsäure und Pyridin zur Färbung lipoidreicher Gebilde, Beiträge zur
Theorie der Bakterien- und Plastosomenfärbung, Z. Zellf., 27, 620—636.
Seki M., 1939. Untersuchungen mit nicht wäßrigen Flüssigkeiten. VIII. Darstellung der
Neurogliafasern, Z. Zellf., 29, 553—561. . •
Seki M., 1940a. Zur Theorie der histologischen Silberschwärzung, I. Gliazellendarstellung,
Z. Zell}., 30, 529—547.
Seki M., 1940b. Zur Theorie der histologischen Silberschwärzung. II. Neurofibrillendar-
stellung, Z. Zellf., 30, 548—566.
Seligmann S., 1899. Die mikroskopischen Untersuchungsmethoden des Auges»
Seile R. M., 1922. Changes in the Vaginal Epithelium of the Guinea-Pig during the Oest-
rous Cycle, Amer. Journ. Anat., 30, 429—449.
S e r e n i, 1904. Bull. Acad. Meo. Roma, 30, 131.
Severinghaus A., 1932. A cytological technic for the study of the anterior lobe
of the hypophysis, Anat. Ree, 53, 1—5.
Shipley. Цит.. no McClung, 1937.
Seyfarth C., 1927. Experimentelle und klinische Untersuchungen über die vitälfärb-
baren Erythrocytes Fol. haem., 34, 7—38.
Sieber E., 1936. Histochemischer Bleinachweis im Knochen, Naunyn-Schmiedeberg Arch.,
181, 273—280.
Sieden topf H., 1908. Ueber mikroskopische Beobachtungen bei
Dunkelfeldbeleuchtung, Z. w. M., 25, 273—282.
Siedentopf H., 1909. Ueber ultramikroskopische Abbildung, Z. w. M., 26, 391—410.
Siedentopf H., 1912. Ueber ultramikroskopische Abbildung linearer Objekte, Z. w.
M., 29, 1-47.
Sieden topf JH., 1915. Ueber das Auflösungsvermögen der Mikroskope bei Hell- und
Dunkelfeldbeleuchtung, Z. w. M., 32, 1—42.
Siedentopf H., 1924. Ueber farben-mikrostereoskopische Täuschungen und ihre
Vermeidung, Z. w. A., 41, 16—24.
S i h 1 e r, Chr., Ueber Muskelspindeln und intramuskuläre Nervenendigungen bei
Schlangen und Fröschen, А. т. M., 46, 709—721.
S i к о г а H., 1916. Beiträge zur Anatomie, Physiologie und Biologie der Kleiderlaus, Arch.
Schiffs-und Tropenhyg., 20, Beitr. 1.
Sjöbring U., 1900. Ueber das Formol als Fixierungsflüssigkeit, An. An., 17,
273—304.
Sjövall E., 1905. Ueber Spinalganglienzellen und Markscheiden. Zugleich ein Versuch,
die Wirkungsweise der Osmiumsäure zu analysieren, Anat. H., 30, 259—392.
S к r a u p S., 1916. Ueber Vitalfärbung mit einfachsten Farbstoffen und ihre Fixierung,
Ber. deutsch, ehem. Ges., 49, 2142—2154.
S к г a u p S., 1917. Ueber Vitalfärbung mit einfachsten Farbstoffen und ihre Fixierung,
Sitz.-Ber. phys.-med. Ges. Würzburg, 9—16.
Skrobansky, 1904. Eine Methode der nachträglichen Färbung mit Bleu de Lyon und
Pikrinsäure, Int. Mon. Anat. Phys., 21, 21—22.
Slonimski P., 1927. Ueber die Darstellung winziger Blutgefäße mittels der Benzidin-
probe, Z. w. M., 44,1—8.
Slonimski P., Lapinski J., 1932. Zur Methodik des histochemischen
Nachweises von Hämoglobin und dessen Verbindungen, Z. Zellf., 16, 653—658.
Smith, L., 1906. Journ. Path. Bact., 5, 410.
S n о о к Th., 1939. Preservation of trypan blue and neutral red within the cells of loose
connective tissue, Stain techn., 14, 139—142.
Sobotta E., 1895. Die Befruchtung und Furchung des Eies der Maus, А. т. A., 45,
15—93.
S о 1 g e г В., 1889. Kohlensaurer Ammoniak, ein Mittel zur Darstellung des Sarkolemmas,
Z. w. M., 6, 189.
S о 1 g e г В., 1896. Ueber den feineren Bau der Glandula submaxillaris des Menschen mit
besonderer Berücksichtigung der Drüsengranula, Festschr. 70, Geb. von Gegenbaur, 2,
179—248.
Spalteholz W., 1904. Mikroskopie und Mikrochemie, Leipzig.
Spalteholz W., ЦИ4. Ueber das Durchsichtigmachen von menschlichen und
tierischen Präparaten, 2 Aufl., Leipzig.
Spalten olz W., 1922. Das Durchsichtigmachen als biologische Arbeitemethode,
Handb. d. biol. Arbeitsmeth., her. Abderhalden, Abt. 9, Teil 1, Lief. 71.
41 б. Ромейс

642
Литература
Spalteholz W., 1927. Artikel «Verdauung, künstliche», Enz. mikr. Techn., 3 Aufl.,
3, 2220—2248.
Spanner R., 1925. Der Pfortaderkreisläuf in der Vogelniere, Morphol. Jahrbuch., 54,
560-632.
Spanner R., 1927. Die Bearbeitung des Celluloids zum Montieren makroskopischer
Sammlungspräparate, An. An., 62, 227—235.
Spanner R., 1929. Der Bauchsympathicus der Blindschleiche und seine Beziehungen
zur Innervation der Niere, Z. Zellf., 8, 470.
Spanner R., 1931. Die Entwicklung der Darmzotten der Maus durch Knospung und
Spaltung, untersucht am Gefäßbaum, Morph. Jahrb, 67, 235—261.
Spanner R., 1937. Der Abkürzungskreislauf der Glandula submaxi llaris, Z. Anat. Entw.
g., 107,-124—153.
Spanner R., 1938. Die Kleisterinjektion, ihre praktische Anwendung und Verbesserung
für Aufhellungspräparate, An. An. 85, 299—304.
Spatz H., 1918. Beiträge zur normalen Histologie des Rückenmarks des neugeborenen
Kaninchens, Histol. und histopath. Arb., 6, 477—604.
Spatz H., 1922. Ueber den Eisennachweis im Gehirn, besonders in Zentren des extrapyra-
midalmotorischen Systems, Z. ges. Neur., 77, 261—390.
Spatz H., 1923. Versuche zur Nutzbarmachung der Goldmannschen Vitalfarbstoffe für
die Pathologie des Zentralnervensystems, Z. /. Psych, u. Physiol, d. Sinnesorgane, 80,
' -285—288. .
Spatz H., 1923a. Ueber Säurebildung bei Formolfixierung, Verh. D. path. Ges., 19,
222—227.
Spatz H., 1923b. Zur anatomischen Schnelldiagnose der progressiven Paralyse, Zbl.
Path., 33, 313—320.
Spatz H., 1924. Untersuchungen über Stoffspeicherung und Stofftransport im
Nervensystem, Z. ges. -Neur., 89, 130—137.
Spatz H., 1933. Die Bedeutung der vitalen Färbung für die Lehre vom Stoffaustausch
zwischen dem Zentralnervensystem und dem übrigen Körper, A. f. Psychiatr., 101,
267—358. • .
S p e e F., 1885. Leichtes Verfahren zur Erhaltung linear geordneter lückenloser
Schnittserien mit Hilfe von Schnittbändern, Z. w. M., 2, 7—12.
S p e e F., 1887. Ueber die ersten Vorgänge der Ablagerung des Zahnschmelzes, An. An.,
2, 89—92.
Spemähn H., 1918. Ueber die Determination der ersten Organanlagen des
Amphibienembryo, A. Entw. Mech., 43, 448—555.
Spemärin H., 1921. Mikrochirurgie, Handb. bioch. Arbeitsmeth., her. v.
Abderhalden, Abt. 5, 3a, Lief. 18.
Spemann H.,' 1942. Ueber das Verhalten embryonalen Gewebes im erwachsenen
Organismus, Roux A., 141, 704.
Spiegel L., 1907. Zur Kenntnis der Weigerlechen Elastinfarbstoffe, Virch. A., 189,
17—21.
Spielmeyer W., 1930. Technik der mikroskopischen Untersuchung des
Nervensystems, 4 Aufl., Berlin, Springer.
Springfeld H., 1935. Zur Technik der Zelloidin-Schnittserien, Z. w. M., 52,175—176.
S p u 1 e r A., 1926. Artikel «Cochenille», Enzykl. mikr. Techn; 3 Aufl., 1, 394—398.
Spuler A., 1927. Artikel «Sublimat», Enzykl. mikr. Techn., 1 Aufl., 3, 2124—2135.
Соболев Л. В., 1899. Zur Technik der Safraninfärbung, Z. w. M., 16, 196—220.
Stade G., Staude H., 1939. Mikrophotographie, Akad. Verl. ges., Leipzig.
Stadtmüller Fr., 1921. Historische Darstellung zur Deutungdes Wesens der
Silbermethode an nicht fixierten Objekten usw., Anat. #., 59, 77—210.
Starke J., 1895. Ueber Fettgranula und eine neue Eigenschaft des Osmiumtetraoxydes,
A. Anat., Physiol. Abt., 70—79.
Steckelmacher S., 1918. Versuche mit vitaler Doppelfärbung, Frankf. Z. Path.,
21, 1—-25.
Steppes, 1918. Rationelle Meerschweinchenzucht, Berlin..
Stern J. В., 1930. Neue Goldimprägnationsmethode zur Darstellung der Markscheiden,
insbesondere der feineren Markfasern der Groß- und Kleinhirnrinde an Celloidinserien-
schnitten anwendbare Methode, Z. w. M., 50, 205—208.
Stern J. В., 1932. Neue Silberimprägnationsversuche zur Darstellung der Mikro-und
Oligodendroglia an Celloidinserienschnitten anwendbare Methode, Z. ges. Neur., 183.
Stern J. В., 1933. Neue Goldimprägnationsversuche zur Darstellung der Makroglia an
Gelloidinserienschnitten anwendbare Methode, Z. w. M., 50, 189—205.
Stern S., 1905Г Ueber Sehpurpurfixation, A. Ophth., 61, 561—563.
S t i e v e H., 1913. Zur Oogenese des Haushuhnes, Sitz. Ges. Morph. Phys. München.
S t i e v e H.,-1918a. Ueber experimentell, durch veränderte äußere Bedingungen erzeugte
Rückbildungsvorgänge am Eierstock des Haushuhnes, A. Entw. Mech., 44, 530—588.
Stie've H., 1918b. Die Entwicklung der Eierstockeier der Dohle, А. т. A., 92,.II,
137—288.

Литература 643
S tieve H., 1918c. Die Spermatogenese des Grottenolmes, An. An., 51, 321—349.
Stieve H., 1919. Das Verhältnis der Zwischenzellen zum generativen Anteil im Hoden
der Dohle, Arch. Entw. Mech., 45, 455.
Stieve H., 1920, 1921. Die Entwicklung der Keimzellen des Grottenolmes, А. т. A., 93
u. 95.
Stieve' H., 1923. Untersuchungen über die Wechselbeziehungen zwischen Gesamtkörper
und Keimdrüsen, 2. Beobachtungen und Versuche an männlichen Feldmäusen, А. т. A.
u. Entw. Mech., 99, 390—570.
Stieve H., 1926. Die regelmäßigen Veränderungen der Muskulatur und des Bindegewebes
der menschlichen Gebärmutter in ihrer Abhängigkeit von der Follikelreife und der
Ausbildung eines gelben Körpers, nebst Beschreibung eines menschlichen Eies im Zustand
der ersten Reifeteilung, Z. mikr.-anat.,F., 6, 351—397.
Stieve H., 1927. Der Halsteil der menschlichen Gebärmutter, seine Veränderungen
während der Schwangerschaft, der Geburt und des Wochenbettes und ihre Bedeutung,
Z. mikr.-anat. F., 11, 291—441.
Stieve H., 1929. Muskulatur und Bindegewebe in der Wand der menschlichen
Gebärmutter außerhalb und während der Schwangerschaft, während der Geburt und des
Wochenbettes, Z. mikr.-anat. F., 17, 371—518.
Stinzing R., 1899. Zur Struktur der Magenschleimhaut, Festschrift für v. Kupffer,
53—56.
Stockard C. R., Papanicolaou G. N., 1917. Existence of a typical oestrous
cycle in the guinea pig with a study of its histological and physiological changes,
Amer. Journ. Anat., 22.
Stöckli A., 1923. Beobachtungen über die Entwicklungsvorgänge am Rümpfskelett
des Schweines, Morph. Jahrb., 52, 153—196.
St öhr A.*, 1894,1898,1918,1924. Lehrbuch der Histologie, 6, 8, 17 u. 20 Aufl.
S t ö h r Ph., 1921. О. Schultzes Natronlauge—Silbermethode zur Darstellung der
Achsenzylinder und Nervenzellen, An. An., 54, 529—537.
'S t öhr Ph., 1922. Ueber die Innervation der Pia Mater und des Plexus choriodeus des
Menschen, Z. Anat. u. Entw. g., 63, 562—607.
S t ö h r Ph., 1930. Mikroskopische Studien zur Innervation des Magen-Darmkanales, Z.
Zellf., 12, 66—154:
S t ö h r Ph., 1939. Ueber «Nebenzellen» und deren Innervation in Ganglien des vegetativen
Nervensystems, zugleich ein Beitrag zur Synapsenfrage, Z. Zellf., 29, 569—612.
Stöltzner Helene, 1906. Der Einfluß der Fixierung auf das Volumen der Organe, Z. w.
M., 23, 14—25.
Stöltzner W., 1905. Ueber Motallfarben im verkalkten Gewebe, Virch. A, 180.
Strasser H., 1886. Ueber das Studium der Schnittserien und über die Hilfsmittel,
welche die Rekonstruktion der zerlegten Form erleichtern, Z. w. M., 3, 179—195.
'Strasser H., 1887. Ueber die Methoden der plastischen Rekonstruktion, Z. w. M., 4,
168—208, 330—339.
Strassmann R., 1909. Beitrag zur Technik der Oxydasereaktion an Gewebsschnitten,
Z. allg. Path., 20, 577—579.
Straub J., 1943. Chromosomenstruktur, Naturw., 31.
Straub W., 1920. Das Problem der physiologischen Salzlösung in Theorie und Praxis,
Münch, med. Woch. 67, 249—251.
.'Strauss Ä., 1932. Ueber die Bleichung des Melanins, Z. w.M., 49,123—125.
Strugg«r S., 1938. Die Vitalfärbung des Protoplasmas mit Rhodamin В und 6 G, Prot.,
30, 85—100.
Strugger S., 1940. Fluoreszenzmikroskopische Untersuchungen über die Aufnahme und
Speicherung des Akridinorgane durch lebende und tote Pflanzenzellen,. Jen. Z. Nat.,
73, 97—134..
Studniöka F. К., 1906—1907. Ueber die Anwendung von Bielschowsky zur
Imprägnation von Bindegewebsfibrillen im Knochen, Dentin - und Hyalinknorpel,
Z. w. M., 23.
Studniöka F. К., 1933. Ueber die Struktur des frischen Glaskörper«, An. An., 76,
28—32.
Studniöka F. K., 1938. Ein Gefäß zum Färben von auf Glas aufgeklebten Mikrotom-
schnitten, Z. w. M., 55, 43—44.
'S t ü b e 1 H., 1921. Der mikrochemische Nachweis von Harnstoff in der Niere mittels Xant-
hydrol, An. An-, 54, 236—239.
S t ü 1 e r, 1923. Der biochemische Nachweis der reduzierenden Kohlehydrate, Zbl. Path.,
33,. 89-97.
Sturmann F. J., 1915. Die Herstellung und Färbung von Serienpräparaten der Gehirne
kleiner Tiere, Z. w.M., 32, 152—159.
Su Juki Т., 1912. Zur Morphologie der Nierensekretion unter physiologischen und
pathologischen Bedingungen, G. Fischer, Jena.
S w#a nk R. L.,.Davenport H. A., 1934. Marcjiis staining method: Studies of some of
the underlying mechanism involved, Stain techn., 9, 11—191
41*

644
Литература
Szatmari А., 1936. Ueber eine Modifikation der Gros-Schultzeschen Imprägnation.
£. Zellf., 2A, 239—240.
Szent-Györgyi A., 1914. Die histologische Darstellung des Glaskörpers, Z. w. M.,
31, 23-35.
Szombathy K., 1917. Neue Methode zum Aufkleben von Paraffinschnitten, Z. w. M.,
34, 334—336.
S z ü t s A., 1914. Eine neue Hämatoxylinlösung, Z. w. M., 31, 17—18.
Taguchi K., 1938. Ueber kalte Injektion mit japanischer Tusche, A. m. A., 31,
565—567.
Талаев В.И., 1924. Zur Technik der Anfertigung der pathologisch—anatomischen Plat-
ten-präparate, Zbl. Path., 281.
T a n d 1 e r J., 1901. Mikroskopische Injektionen mit kaltflüssiger Gelatine, Z. w. M., 18.
Tandler J., 1924. Konservierung von Plattenmodellen durch Verkupfern, An. An.,
58, 123—124.
Tandler J., 1926. Ueber die Konservierung anatomischer Präparate in Zucker, An. An.,
60, 62—63.
Tartakowsky, 1903. Die Resorptionswege des Eisens beim Kaninchen, Pflüg. A.,
100, 586—610.
Tavaresde Sousa A., 1936, 1938. Sur la presence et la signification de cellules
avec granulations tannophiles dans Thypophyse cerebrale du boeuf, Fol. anat. Univ.
Conimbr., 11, 13.
T e h v e r, 1936. Zur Darstellung der Knochenkanäle mittels Korrosionsmethode, Z. w.
M., 53, 42—45.
von Tellyesniczky K., 1898. Ueber die Fixierungs-Härtungs-Flüssigkeiten,
А. т. A., 52, 202—247.
von Tellyesniczky K., 1902a. Fixation im Lichte neuere Forschungen, Erg.
Anat., Entw., 11, 3—35.
von Tellyesniczky K.t 1902b. Zur Kritik der Kernstrukturen, А. т. A., 60,
681—706.
von Tellyesniczky K., 1905. Ruhekern und Mitose, А. т. A., 66, 367—433.
von Tellyesniczky K., 1926. Artikel «Fixation», Enzykl. mikr. Techn., 3 Aufl.,
2, 750—785.
Terni Т., 1914. Condriosomi, idiozoma e formazioni periidiozomiche nella spermato-
genesi degli Anfibii, A. Zellf., 12, 1—96.
T h а 1 e r H., 1930—1931. Die Bestimmung des Brechungsindex unter dem Mikroskop.,
Mikrokosmos, 24, 22.
Thayssen, Hess E., 1915. Einige kritische Bemerkungen zur histochemischen
Grundlage der Cholesterinsteatose, Zbl. Path., 26, 433.
Thi es, 1905. Wirkung der Radiumstrahlen auf verschiedene Gewebe und Organe,
' Mitt. aus d. Grenzgebiet. Med. u.Chir., 14.
T h о m a, 1894. Ein Apparat zum raschen Fixieren und Härten von Gewebsteilen, Z. w.
M., 19, 333.
Thomee S., 1928. Ueber Glasrekonstruktion, Z. w. M., 45, 356—373.
T i 11 m a n s H., 1874. Beiträge zur Histologie der Gelenke, А. т. A., 10, 401—440.
Timm Fr., 1932a. Zellmikrochemie der Schwermetallgifte, Habil. schrift, Leipzig.
Timm Fr., 1932b. Neues zum Giftnachweis im Gewebe, D. Z. gerichtl. Med., 20, 582—588.
Timm Fr., 1936. Der histochemische Nachweis des «normalen» Bleis in menschlichen
Hartgeweben, Virch. A, 297, 502—508.
Tirmann J., 1898. Einiges zur Frage der Hämocytolyse und Genese der Gallenfarbstoff-
bildung bei Vergiftungen, Ueber den Zerfall roter Blutkörperchen bei Diphtherie und
akuter Leberatropie, GÖrbersdorffers Verb ff., Heft 2, 111.
T ö r ö E., 1929. Ueber enterochromaffine Zellen, Verh. Anat. Ges., 38, 49—57.
Тонко в В. H., 1900. Die Entwicklung der Milz bei den Amnio ten, А. т. А., 56,
392—458.
Т о n u 11 i Е., 1938. Ergebnisse histochemischer Vitamin-G-Untersuchungen, Prot., 31,
151—158.
Tonutti E., 1940. Die Vitamin-G-Darstellung im Gewebe und ihre Bedeutung zur
funktionellen Analyse von Histosystemen, Z. mikr.-anat. F., 48, 1—53.
Tonutti Et, Plate E., 1938. Ueber das Vitamin G in der menschlichen Placenta,
A. Gynäk, 164, 385—397.
Третьяков Д. К., X и н к у с Ф., 1927. Das Knochengewebe der Fische, Z. Anat.
u. Entw., g., 83, 363—396.
Treutier K., 1931. Ueber das wahre Alter junger menschlicher Embryonen, An. An.,
.71, 209—304.
Triepel Л., 1918. Ueber ein neues Modellierverfahren, Z. w. M., 35, 89—94.
T r i e p e 1 H., 1920. Modellieren mit vereinfachten Richtzeichen, Z. w. M., 37,288—292.
Ч а ш и и С. С., 1913. Ueber die ruhenden Wanderzellen und ihre Beziehungen zu den
anderen Zellformen des Bindegewebes und zu den Lymphocyten, Fol. haem., 17,
317—397.

Литература
645
Т s с h о р р. Е., 1929. Die Lokalisation anorganischer Substanzen in den Geweben Spodo-
graphie, Handb. d. mikr. Anat., her. v. Möllendorff., 1, 569—600.
Tsiminakis Y., 1928. Methodisches zur Darstellung der Ganglienzellen an gechrom-
tem Material, Z. w. M., 45, 50.
T s u-Z о n g-Y u n g, 1923. Le rhythme vaginal chez la lapine et ses relations avec le
cycle oestrien de Povaire, C. R. Soo. BioL Paris, 89, 1107—1109.
U к a i S., 1923. Beitrage zur Kenntnis der rc-Granula in den peripherischen Nervenfasern,
Mitt. über allg. Pathol, und pathol. Anat. Universität Sendai (Japan), 2, 65—105.
Undritz E., 1937. Die Brauchbarkeit der Granulofilocytenfärbung im Tröckenpräpa:
rat nach Hirschfeld, Fol. haem., 56, 185—188.
Unna P. G., 1891. Notiz, betreffend die Tanzersche Orceinfärbung des elastischen
Gewebes, Mon. prakt. Derm., 12, 394—396.
Unna P. G., 1891, Ueber die Reifung unserer Farbstoffe, Z. w. M., 8, 475—487. .
Unna P. G., 1894a. Die Färbung der Epithelfasern, Mon. prakt. Derm., 19, 14-10.
Unna P. G., 1894b. Elastin und Elacin, Mon. prakt. Derm., 19, 397—402. 4.
Unna P. G., 1898. Der Nachweis des Fettes in der Haut durch sekundäre lOsmierung,
Mon. prakt. Derm., 26, 601—613.
Unna P. G., 1910a. Artikel cPlasmazellen», Enzykl. mikr. Technik, 2 Aufl.', 744.
Unna P. G., 1910b. Histotechnik der leprösen Haut, Hamburg—Leipzig.
Unna P. G., 1928. Histochemie der Haut, Leipzig—Wien.
Unna P. G., Gans O., 1914. Zur Chemie der Zelle. IV. Die Nissl-Körper, Berl. klin.
Woch., № 10.
Unna P.G.j.Unna P., 1929. Unnas Färbemethoden, Handb. d. Haut- und Geschlechts-
krankh., I, 2 Teil, 575—658, Berlin.
U о t i 1 a N., Jääskelainen V., 1937. Uber die Schwankungen der
Schilddrüsenfunktion, gedeutet mit Hilfe der Schnittveraschungsmethode, Acta Soc. Med. fenn.,
20, 1.
U у a m a Y.f 1926. Untersuchungen über die Verbreitung der Neurofibrillen in der Netz-
. haut bei den Wirbeltieren, Fol. anat. jap., 4, 389—410.
Vaetarini-Cresi, 1915. Chiasma gustativo nella lingua dell'uomo e di alcuni mam-
miferi, Int. Mon. Anat. Phys., 31, 380—410.
v on V e h R., 1932. Eine vereinfachte Schneidemethode zur Herstellung von
Schnittbändern aus Paraffinblöcken und ein dieselbe ermöglichender Hilfsapparat, Z. w. M.%
A9, 451—454. *
Veit O., 1932. Zur Konservierung von Wachsplattenmodellen, An. An., 73, 416.
Verhoeff F. H., 1926. Some improvements in histological technique, Contrib. to ophth.
t science, Jackson birthday volume, 47—51.
Verne J.t 1926. Les pigments dans Torganisme animal. Encycl. seientif., Paris; Döin.
Verne J., 1928. Recherches sur la reaction de Schiff en histochimie, C. R. Ass: Anat.,
23,465—470.
Verne J., 1929. Etude histochimique des substances aldehydique's formees au cours du
metabolisme des corps gras, Ann. de Phys., 5, 245—267,
Verna Jv, 1936. Observations histochimiques sur Poxydation des lipides et ses rapportfr
avec les Carotinoides, Bull. Hist, appl., 13, 433—440.
Verocay J., 1908. Beseitigung der Formolniederschläge aus
mikroskopischenSchnitten, Zbl. Path., 19, H. 19.^
V е-г о с ay J., 1908. Ueber ein neues Verfahren zur Färbung des Bindegewebes, Verh.
Qes. D. Naturf. u. Arzte, 80, Ver., Coin II, 2, 52—55.
Verse, 1912. Ueber die Cholesterinverfettung, Ziegl. В., 52, 1.
Vetter H., 1923. Ueber Gewebekulturen und Vitalfärbung, Dissert., Zürich. :
Vihvelin H., 1932. Ueber die Muskelspindeln der Amphibien, Z. Zellf., 16, 597—607.
V i4m t r u p Bj., 1922. Beiträge zur Anatomie der Kapillaren, 1. Ueber kontraktile.Elemente
in der Gefäßwand der Blutkapillaren, Z. Anat. u. Entw. gt, 65, 150—182, .
V i m t r u p Bj., 1923. Beitrage zur Anatomie der Kapillaren, 2. Weitere,Untersuchungen
über kontraktile Elemente in der Gefäßwand der. Blutkapillaren, Z. Anat. u. Entw. g.,
6ß,469—482.
Virchpw H., 1885. Ueber die Einwirkung des Lichtes auf Gemische von
chromsäuren Salzen, Alkohol und extrahierten organischen Substanzen, Л. ,mvl 24,
117—119.
Vogt A., 1930. Lehrbuch und Atlas der Spaltlampenmikroskopie des. lebenden: Auges,
Berlin.
Vogt W., 1925. Gestaltungsanalyse am Amphibienkeim mit örtlicher Vitalfärfeung, 1,
- A.Entw. Mech., 106, 542—610.
von. Volkmann R., 1929. Ueber zwei Knorpel- und Knochenfärbungen mittels
modifizierten Eisenhämatoxylins, Z. w. M., 46, 385—390.
von- V о 1 кm ann^R., 1932. Die Vermeidung von Alkohol beim Einschluß
mikroskopischer Präparate in Balsam , Z. w. M., 49, 456. • 't
von У olkmann R., 1932. Ueber elektive Darstellung des Abnutzungspigmentes; und
seiner Vorstufen mittels Anilinfarben, Z. w. M.t 49, 457—460. , ^ ч ^

646
Литература
von Volkmann R., Strauß F., 1934. Ein Ersatz für die Hornowskysche
Kombination zur Darstellung von Elastin, Muskulatur und Kollagen auf der Basis der Azan-
methode, Z. w. M., 51, 244—249.
Volterra M., 1923. II metodo del Del Rio Hortega per il tessuto connettivo reticolare
ed una sua utile modificazione, Mon. zool. Ital., 34.
V.o nwiller P., 1918. Ueber den Bau des Plasmas der niedersten Tiere.
Vonwiller P., 1921. Intravitale Färbung von Protozoen, Handb. d. biol. Arbeitsmeth.,
her. v. Abderhalden, Abt. 5, Teil. 2, Lief. 21.
Vonwiller P., 1923. Ueber Vitalfärbung am Menschen, Verh. Anat. Ges. A. A., 57,
Ergänzungen., 164—166.
Vonwiller P., 1925! Neue Wege der Gewebelehre, II. Histolog. Untersuchungen
mittels der Mikroskopie im auffallenden Licht, Z. Anat. u.Entw. g., 76, 497—533; Z. w.
Af., 41, 1924.
Vonwiller P., 1927. Neue Wege der Gewebelehre. III. Experimentelle Histologie,
Z. Anat. u. Entw. е., 84, 476—510. «
Vonwiller P., 1928. Vitalfärbung, Method, wiss. Biol., her. v. Peterfi, 1,
475—487.
Vonwiller P., 1932. Ueber den heutigen Stand der Mikroskopie im auffalenden Licht,
Z. w. M., 49, 289—304.
Vonwiller P., Altemann R., 1929. Vital-anatomische Untersuchungen an der
lebenden Kaninchenniere, Bruns Beitr., 149, 227—247.
Vonwiller P., Low W., 1926. Das Kreisschnittmikrotom und die Mikrotomie,
regelmäßig gewölbter, zylinder-, kegelmantel- und kugelschalenfärmiger Körper,
Z. w. M., 43, 215—233.
Vonwiller P., Low, Schilling, 1930. Ueber die Mikrotomie des
menschlichen Knochengewebes, Z. w. M., 47, 47—57.
Vonwiller P., V a n n о 11 i, 1929. Die Capillaroskopie mit starken Vergrößerungen,,
Handb. d. biol. Arbeitsmeth., Abt., 5, Teil 2, 1529—1562.
Vonwiller P., Vannotti, 1931. Neue Wege der Gewebelehre, IV. Die Karyosko-
pie an lebenden Pflanzen, lebenden Tieren und am lebenden Menschen nebst Beiträgen
zur Lymphangioskopie, Z. Anat. u. Entw. g.t 95, 512—530.
V о ß ~H., 1923. Die Verwendung des Tetralins in der mikroskopischen Technik, An. An.,
66, 368—371.
V о ß H., 1924. Die Herstellung makroskopischer Präparate von den Lymphfollikeln des
menschlichen Darmes, Z. Anat. u. Entw. g., 70, 317—320.
V o'ß H., 1926. Kernfärbung im Stück mit der Nuclealreaktion, Z. w. M., 43, 115.
V о ß H., 1927. Beobachtungen über das Vorkommen der Plasmälfärbung, Z. /. mikr.-anat.F„
10, 583—601.
V о ß H., 1940. Vergleichende histotopochemische Untersuchungen über das Verhalten der
Nebenniere zur Piasmaireaktion, Z. Zellf., 31, 43—53.
von Wachenfeldt S., 1925. Ein neues Modellierwerkzeug für
Wachsrekonstruktionen, Z. w. M., 42, 441.
W a d а В., 1938. Experimentelle Untersuchungen lebender Zellen in der Teilung; I—III,
Cytologia (Tokyo) 9, 97—109, 110—119, 460—479; V, Cytologia, Fujii Festschr.
Band, 785—795.
Wall, 1922. Ueber die Sekretion der Schilddrüse, Virch. A, 240, 290—300.
Waldeyer W., 1882. Untersuchungen über die Histogenese der Horngebilde, insbe^
sondere der Haare und Federn, Beiträge zur Anat. u. Embryol. als Festgabe für
J. Henle, Bonn.
W а 11 a r t J., 1906. Ueber gleichzeitige Darstellung von Fettkörnern, eisenhaltigem
Pigment und Zellkernen in Gefrierschnitten, Münch, med. Woch., 45.
Wallart J., 1935. Une modification de la methode argentique de Bielschowsky pour
organes riches en lipoides, Bull. Hist, appl., 12, 254—256.
Wall art J., Houette Gh., 1930. Eine rasche Dreifachfärbung durch Abänderung
der Massonschen Trichrommethode, An. An., 69, 43—46.
W a 11 а г t J., Houette Gh., 1934. Une coloration trichromique rapide ä l'Hema-
toxyline, la Fuchsine acide et le Jaune solide, Bull. Hist, appl., 10, 404—407.
Wallraff J., 1939. Beitrag zur Morphologie und Morphogenese der Hypophysenzellen
des erwachsenen Menschen, Z. mikr.-anat., F., 45, 631—667.
Wa'llraff J., 1942. Histochemische Untersuchungen am Nervensystem des erwachsenen
Menschen mit der Piasmaireaktion. 1. Peripheres Nervensystem, Z. mikr.-anat. F.,
51, 206—229.
Wallraff J., Bednar a-Schöber, 1943. Vergleichende Untersuchungen über
die Darstellbarkeit des Leberglykogens nach Best und nach Bauer, Z. mikr.-anat. F.,
53, 102—121.
van Walsum G.G., 1894. Beitrag zur Technik des Schneidens und der weiteren
Behandlung der Paraffinschnittbänder, Z. w. M., 11, 207—236.
van Walsem G. G., 1916. Die Thermoregulierung beim Paraffinbänderschneiden,
Z. w. M.9 33, 26—29.
A

Литература
647
van W a 1 s e m G. C, 1925a. Praktische Notizen aus dem mikroskopischen
Laboratorium, № 15, Die Reinigung der Objektträger, Z. w. M., 42, 438.
van Walsem G. C., 1932. Praktische Notizen aus dem mikroskopischen
Laboratorium, № 73, Ueber die oligodynamische Wirkung gewisser schwerer Metalle und
deren Verwertung in der Mikroskopie, Z. w. M., 49, 469.
Walter K., 1917. Sind die Sommerzeiten in der Nebenniere des Frosches acidophil?
А., т. А., 89, 245—247.
Walter L., 1929. Neuartige Anwendung des Pasinischen Farbengemisches zur feineren
Untersuchung des Bindegewebes, Z. w. M., 46, 457—464.
Walter L., 1930. Nachtrag zu meiner Mitteilung über eine Modifikation der Pasinischen
Bindegewebsfärbung, Z. w. M., 47, 346.
Walz K., 1920. Ueber pathologisch-histologische Momentdiagnose, Zbl. Path., 30* 442.
W a n к e 11 Fr., 1921. Ueber Reduktion basischer Farbstoffe im lebenden Protoplasma,
Ber. Naturf. Ges. Freiburg, i Br., 23.
W а r th i n, 1924. Journ. of laborat. a. clinic, med., 9, 554—561.
Wassermann Fr., 1921. Celloidin-Paraffin-Einbettung kleiner Objekte, Z. w. M.,
38,. 67—70.
Watanabe, 1925. Studien über Flimmerbewegung, gleichzeitig eine neue
Paraffineinbettungsmethode, Z. Anat. u. Entw. g., 75, 733—759.
Waterman H. С., 1939. The preparation of hardened embedding paraffins having low
melting points, Stain techn., 14, 55—62.
Weidenreich Fr., 1905. Studien über das Blut und die blutbildenden und
-zerstörenden Organe. II. Bau und morphologische Stellung der Blutlymphdrüsen, А. т. A.,
65, 1—77.
Weidenreich Fr., 1906. Weitere Mitteilungen über rote Blutkörperchen, А. т. A.,
■ 69, 389—438.
W e i d e n r e i с h Fr., 1908. Beiträge zur Kenntnis der granulierten Leukocyten, A. m.
A., 72, 209—326.
Weidenreich Fr., 1923. Knochenstudien. 1. Über Aufbau und Entwicklung-des
Knochens und den Charakter des Knochengewebes, Z. Anat. Entw.,'g., 69, 382—466.
Weidenreich Fr., 1925. Ueber den Bau und die Entwicklung des Zahnbeins in der
Reihe der Wirbeltiere, Z. Anat. u. Entw. g., 76, 218—260.
Weindenreich' Fr., 1926. Ueber den Schmelz der Wirbeltiere und seine Beziehungen
zum Zahnbein, Z. Anat. u. Entw. g., 79, 292—351.
Weidenreich Fr., 1926. Ein Färbeglas mit Glasfilterboden für wasserfrei zu haltende
Reagentien, Z. w. M., 43, H. 4, 511—512.
Weigert C, 1878. Bismarckbraun als Färbemittel, А. т. A., 15.
Weigert C, 1885. Ueber Schnittserien von Celloidinpräparaten des
Zentralnervensystems zum Zwecke der Markscheidenfärbung, Z.. w'. M., 2, 490—495.
Weigert C.,, 1886. Ueber Aufhellung der Schnittserien aus Celloidinpräparaten, Ges.
Abh., 2, 562.
Weigert C, 1891. Zur Markscheidenfärbung, D. med. Woch. № 42, 9.
Weigert C, 1894. Techn. Erg. Anat. Entw., 3, 1—23.
Weigert C, 1895. Beiträge zur Kenntnis der normalen menschlichen Neuroglia,
Festschrift 50 jähr. Jub. ärztl. Ver. zu Frankfurt a. M.
Weigert C:, 1896. Die Golgische Methode, Erg.. Anat. Entw., 5, 7—29.
Weigert C, 1897. Die Markscheidenfärbung, Erg. Anat. Entw., 6, 3—25.
Weigert C, 1898a. Die Marchische Methode, Erg. Anat. Entw., 7, 3—8.
Weigert C, 1898b. Ueber eine Methode zur Färbung elastischer Fasern, Zbl. Path., 9,
289—292.
g e r t C, 1904. Eine kleine Verbesserung der Hämatoxylin—van Gieson—Methode.
Z. w. M., 21.
I A., 1930. The influence of formalin fixation on the lipoids of the central nervous
system, Journ. Biol. Chem., 83, 601—609.
II P., 1919. Ueber die leukocytären Elemente der Darmschleimhaut der Säugetiere.
А. т. A., 93, I, 1—81.
s e W., 1933, 1934. Ueber die Giemsafärbung mit gepuffertem Wasser, A\ f. Schiffs
und Tropenhygiene, 37, 327—337; 38, 210.
В E., 1915. Beobachtung und mikrophotographische Darstellung der Hautkapillaren
am lebenden Menschen, D. A. klin. Med., 119.
ß E., 1921. Methoden , zur mikroskopischen Beobachtung und mikrophotograp-
hischen Darstellung der Oberflächenblutgefäße am lebenden Menschen, insbesondere
der Kapillaren, Handb. d. biol. Arbeitsmeth. her. v. Abderhalden, Abt. 5,
Teil. 4,11. 1.
Weiß P., 1930. Methodik der Messung kurzschenkliger Winkel an biologischen Objekten:
Handb. d. biol.^Arbeitsmeth., Abt. 5, 2 H. 15, 1803—1814.
Weisschedel E., Jung R., 1939. Die anatomische Auswertung und das Studium
der. sekundären Faserdegeneration nach lokalisierter subcorticaler Ausschaltung durch
Elektrokoagulation, Z. Anat. u. Entw. g., 109, 374—395.
W e
W e
W e
We
W e
W e

648
Литература
Weltmann О., 1913. Ueber das doppeltbrechende Lipoid der Nebenniere, ZiegL В.,
56, 278—324.
Wentscher J., 1898. Experimentelle Studien über das Eigenleben menschlicher Epi-
dermiszellen außerhalb des Organismus, ZiegL В., 24, 101—162.
Wentscher J., 1903. Das Verhalten der menschlichen Epidermismi tosen in exstir-
pierten Haütstücken, ZiegL В., 34, 410—444.
Wentzlaff A., 1924. Untersuchungen über die Vitalfärbung an Froschlungen, 2* Zellf.,
1, 562-589.
Вермель E. M., 1927. Untersuchungen über die Kernsubstanzen und die Methoden ihrer
Darstellung. I. Mitt. Ueber die Nuclealreaktion und die chromolytische Analyse,
Z. Zellf., 5, 400—414.
Wernecke F:, 1916. Die Pigmentierung der Farbenrassen von Mus musculus und ihre
Beziehung zur Vererbung, A. Entw. Mech., 42, 72—106.
Werner Cl. F., 1932. Ueber Volumenveränderungen der Cupula terminalis im Ohrla-
bvrinth^insbesondere durch Fixation, Entkalkung und Einbettung, Z. Zellf., 16,
Werner ClrF., 1934. Ueber den Einfluß von Temperatur und Druck auf das Ergebnis
der histologischen Fixation, Z. Zellf., 20, 746—753.
Werner Gl. F., 1934. Die postmortalen Veränderungen des Innenohres unter dem
Einfluß der Temperatur, Z. Hals- usw. Heilk., 35, 564^-580.
Werner Gl. F., 1935. Der Säuregrad der Fixationslösung in Abhängigkeit vom fixierten
Präparat, Z. w. M., 52, 406—418.
Werner Cl. F., 1935, 1936. Die histologische Fixation des Innenohres, I Teil, Z; Hals-
usw. Heilk., 39, 125—135; II Teil, 41, 15—43.
Werner Cl. F., 1936. Die Dauer der Fixation, Z. w. M., 53, 440—442.
Werner Cl. F., 1937. Ueber artifizielle Veränderungen des Innenohres und ihre
Beziehungen zu den pathologischen Vorgängen, Mon. Ohrenheilk., 71, 1017—1044.
Werzberg A., lull. Studien zur vergleichenden Hämozytologie einiger poikilöthermer
- Vertebraten mit besonderer Berücksichtigung der Thrombocyten, Fol. haem., 11,
17-193. • - .
West b lad E., 1924. Eine Methode zur Fixierung und zum Einschluß mit Alizarin
vitalgefärbter Objekte, ZooL An., 59, 219—223.
Wicklern E., 1891. Untersuchungen über den Pigmentgehalt der Milz bei verschiedenen
physiol. und pathol. Zuständen, Virch. A., 124, 1.
Wiener A., 1916. Beitrag zum mikrochemischen Nachweis des Eisens in der pflanze,
insbesondere des maskierten, Bioch. Z., 77, 27—50. >
Wiesel J., 1902. Beiträge zur Anatomie und Entwicklung der menschlichen Nebenniere,
Anat. H., 19, 481.
W i e s e r W., v., 1912. Ein Durchspülungsapparat zur Fixierung ganzer Tiere, Z. w. M.,
29, 535-.-539.
Wilder H. C., 1935. An improved technique for silver impregnation of reticulum fibers,
Amer. Journ. Path., 2, 817—819.
W i m m e r K., 1939. Die Stellung des Reticuloendothels im Vitamins toff Wechsel nach
luminiszenzmikroskopischen Beobachtungen am lebenden Tier, Verh. Anat. Ges., Erg.
h. zu An. An., 88, 42—68.
Winiwarter H. v., Sainmont G., 1908. Erfahrungen über die Flemmingsche
Dreifärbung, Zt w. M., 25, 157—162.
W i n i wa r t e r H. v., 1923. Technique de la triple coloration, Arch, de Biol., 33,329—341.
Winkler L. W., 1905. Die Darstellung reinen Äthylalkohols, Ber. deutsch, chem. Ges:,
38, 3612.
Witt O. N:, 1910..Artikel «Färbung», Enzykl., Mikr. Techn., 2 Aufl., 1, 412—429.
Wittmaack, 1906. Zur histo-pathologischen Untersuchung des Gehörorgans usw.,
Zeitschrift f. Ohrenheilkunde, 51, 148.
Wolf J., 1925. Ueber histologischen Zuckernachweis, Zbl. Path., 36, 12—15.
Wolf J., 1939. Die Rotationstrommel zur Beschleunigung der Durchtränkung der Objekte
bei der Fixation und Einbettung, Z. w. M., 56, 65—67.
W о 1 f J:, 1939. Die Glycerinmethode der Zelloidineinbettung, Z. w. M.% 56, 57—62.
Wolf J., 1939. Ueber die Herstellung mikroskopischer Präparate der Oberflächen
verschiedener Objekte* mit Hilfe der Adhäsionsmethode, Z. w. M., 56, 181—201.
Wolf j., 1939. Die innere Struktur der Zellen des Stratum desquamans der menschlichen
Epidermis, Z. mikr.-anat. F., 46, 170—202.
Wolf J., 1940. Das Oberflächenrelief der menschlichen Haut, Z. mikr.-anat. F., 47,
-351—400.
W о 1 f-He i d e g g e r G., 1939. Die Anwendung von Kava-Kava bei der Fixierung des
Dünndarms und anderer Hohlorgane, Z. w. M., 56, 417—552.
В ольх некими Ф. А., 1928. Innervation des Herzkammer- und Vorhofsep turns des
Kalbes, Z. Anat. u. Entw. g., 86, 608—638. .
Wolters M., 1890. Drei neue Methoden zur Mark- und Achsenzylinderfärbungmittels
Hematoxylin, Z. w. M.,1, 466—473. ,

Литература
Worcester, цит. по McClung, 1937.
Воробьев В.П., 1925. Methodik der Untersuchungen von Nervenelementen des makro-
und mikroskopischen Gebietes, Berlin.
Воронин, 1898. Eine neue histologische Methode, Arbeiten aus d. therap. klinik von
P. M., Popoff, Moskau.
Wychgram E., 1911. Ueber Mikrophotographie in natürlichen Farben, Z. w. M., 28,
174—182.
Zach O., 1938. Die naturgemäße Zelloidineinbettung, Z. w. M., 55,299—307.
Zacharias E., 1909. Die chemische Beschaffenheit von Protoplasma und Zellkern,
Progr. rei botan., 3, 67.
Z a r e t z к у, 1910. Versuche über vitale Färbung des Embryo, Virch. A:, 201.
Zeiger K., 1928. Das Ausstrichverfahren mit gelatinierenden Farbstofflösungen, eine
einfache Methode zur Anfertigung ungefärbter Dauerpräparate von Spermien, Z.
Anat. u. Entw. g., 85, 317—321.
Zeiger K., 1930a. Der Einfluß von Fixationsmitteln auf die Färbbarkeit histologischer
Elemente, Z. Zellf;, 10, 481—510.
Zeiger K., 1930b. Zur Frage der Wirkungsweise des Formaldehyds bei der histologischen*
Fixation, Z. w. M., 47, 273—293.
Zeiger K., 1935. Zum Problem der vitalen Struktur des Zellkerns, Z. Zellf., 22,.
607—632.
Zeiger K., 1936. Das Ladungsmosaik der Epidermis, Z. Zellf., 23, 431—441.
Zeiger K., 1936. Kolloidhistologische Untersuchung an Epithelien, Z. Zellf. ,2A, 11—41.
Zeiger K., 1936. Ueber Äquivalentbilder und Äquivalentwerte, in der Elektrohistologie-
des fixierten Präparates, Z. w. ilf., 53, 279—294.
Zeiger K., 1937. Zur Methodik der Bestimmung des Umladebereiches histologischer
Elemente im fixierten Zustand, Z. w. M., 54, 82—87.
Zeiger K., 1938. Physiko-chemische Grundlagen der histologischen Methodik, Dresden»
und Leipzig. u
Zeiger K., 1939. Liesegangs Diffusionshistologie, Kolloid-Z., 89, .115—124.
Zeiger K., Schreiber H., 1927. Das Querstreifungsbild des überlebenden Frp:
schmuskels unter dem Einfluß differenter Neutralsalze, Z. Zellf., 4, 617—651.
Z e 11er H., 1942. Der Einschluß in Glycerin, Z. w. M., 58, 314—320.
Zenker K., 1894. Chromkali-Sublimat-Eisessig als Fixierungsmittel, Münch, med. Woch.,.
41, 532—534.
Zethraeus S., 1937. Modifikation der Schultz-Braunsschen Gefrierschnittmethoder
Z.w. M., 54, 408—411.
Z i e g 1 e r H. E., 1902. Lehrbuch der vergleichenden Entwicklungsgeschichte der niederen.
Wirbeltiere, Jena.
Z i e g 1 e г P., 1899. Ein Beitrag zur Technik der histologischen Untersuchung des
Knochens, Festschrift zum 70 Geburtstag von Kupffers, 49—52.
Zill R., 1924. Die subepithelialen Hautdrüsen von Helix pomatia und einigen anderen
Landgehäuseschnecken, Z. Anat. u. Entw. g., 71, 1—40.
Z i 1 1 i а с u s W., 1905. Utbredningen af skif och cylinderepithei 1 mäniskans struphufrud
under olika äldrar, Helsingfors.
Zimmermann A., 1895. Das Mikroskop, Ein Leitfaden der wiss. Mikr.; Leipzig und
Wien.
Zimmermahn K. W., 1898. Beiträge zur Kenntniss einiger Drüsen und Epithelien r
А. т. A., 52, 552—706.
Zi mm.ermann K. W., 1923. Der feinere Bau der Blutkapülaren, Z. Anat.
Entw. g., 68, 29—109.
Zimmermann K. W., 1925. Beitrag zur Kenntnis des Baues u. der Funktion der Funi-
dusdrüsen im menschlichen Magen, Erg. Rhys.., TA, 281—307..
Zimmermann K. W., 1927. Die Speicheldrüsen der Mundhöhle und die
Bauchspeicheldrüse, Handb. d. mikr. Anat., her. v. Möllendorff, 5, 1, 61—244.
Zirkle C, 1928. The effects of hydrogen-ion concentration upon the fixation image of.
various salts of chromium, Prot., 4, 201—227.
Zirkle С, 1929. Fixation images with Chromates and acetates, Prot., 5, Ml—534.
Zirkle С, 1933. Cytological fixation; with the lower fatty acids, their compounds and?
derivations, Prot., 18, 90—111.
Z Lr-kle C, 1934. Aldehydes as cytological fixatives, Prot., 20, 169—170,
Zöbisch С. G., 1934. Anordnung und Verteilung der markhaltigea Nerveji in einigen*
Oberschenkelmiiskeln des Frosches, Morphol. Jahrb... f 74; 515—549; ::
Zondek В., 1931. Die Hormone/des Ovariums und des^HypophyseiivQtderlappens^
J. Springer, Berlin.
Z о n:d e к . В., Aschheim S., 1926.! Der Scheidenzyklus der weißen Maus als
Testobjekt zum Nachweis des Ovarialhormones, Klin. Woch., 5, 979^-985.

УКАЗАТЕЛЬ АВТОРОВ
Аббе (Abbe) 29, 31, 32, 66, 72, 82
Абрикосов А. И. 2239
Авери (Avery) 2455
Агдур (Agdphr) 1792
Адаме (Adams) 791, 793
Аддисон (Addison) 1764
Адерман (Aderman) 2244
Адрион (Adrion) 467, 469, 477
Акаги (Akagi) 1227
Аккеринга (Akkeringa) 1793
Александер (Alexander) 1614, 1967
Александерсон (Alexanderson) 891
Александров В. А. 921
Аллен (Allen Е.) 310, 311, 371, 373, 415,
942, 946, 2175, 2447
Алляра (АИага) 1195
Альбах (Albach) 921
Альтман (Altmann) 350, 427, 697, 964,
984, 991, 1031
Альфиери (Alfieri) 1121
Альцгеймер (Alzheimer) 1758, 1844, 1877,
1879
Аманн (Amann) 809, 810
Амано (Amano) 754, 799
Амбронн (Ambronri) 92, 1887
Андерс (Anders) 662
Аничков Н. Н. 558, 568, 968
Аояма (Aoyama) 1007, 1019, 1023
Апати (Apathy) 92, 192, 200, 330, 391, 416,
419, 422, 424, 442, 450, 455, 456,
460, 463, 464, 467, 468, 482, 486, 498,
500, 511, 529, 546, 567, 667, 812, 872,
884, 933, 1783, 1784
Арденне (Ardenne) 92, 491
Арима (Arima) 2018
Арндт Г. (Arndt Н. J.) 1052, 1091,
1107
Арндт В. (Arndt W.) 386
Арнольд Е. (Arnold Е.) 144, 1301, 2464
-Арнольд И. (Arnold J.) 773, 787
Артом (Artom) 2384
Ассман (Assmann) 1356
Ачукарро (Achucarro) 15j44
Аурелль (Aurell) 852, 870
Ашард (Achard) 1281
Ашгейм (Aschheim) 2452
Ашофф (Aschoff) 1031, 1419
Бабес (Babes) 694
Баблик (Bablik) 503
Бакер (Baker) 170
Баксих (Bacsich) 370, 829
-Балинт (Balint) 1343, 1368
Балловиц (Ballowitz) 1141, 1147, 1152,
2169, 2323
Бальцер (Baltzer) 791, 794
Банг (Bang) 968, 980
Баниецки (Baniecki) 1037
Баргман (Bargmann) 2239 .
Барта (Barta) 122, 370
Бартельс (Bartels) 1989
Барфурт (Barfurth) 2412
Батсон (Batson) 506
Бау-Киен-Тсинг (Bau-Kien-Tsing) 2400
Баумгартен (Baumgarten) 719
Баутцман (Bautzmann) 2410, 2416
Бауэр F. (Bauer П.) 1092,1095,1096,1104,
1105, 1234, 1238, 1239, 2037
Бауэр К. (Bauer К. F.) 167, 169, 173, 176,
184, 459, 1876
Бёгехольд (Boegehold) 12, 78
Бёдеккер (Bödecker) 1662
Беднара-Шёбер (Bednara-Schöber) 1104
Бекк (Beck) 63
Беккер P. (Baecker R.) 686, 2070
Беккер И. (Becker J.) 274
Беккер В. (Becker W. А.) 754, 799, 921
Беккерт (Beckert) 1105
Беляр (Bölär) 46, 328, 441, 912, 957, 2143,
2377, 2387, 2388
Беллинг (Belling) 641, 927
Бём Г. (Boehm) 898
Бём А. А. 1999, 2102, 2129, 2397
Бёмер (Böhmer) 667, 1632
Бёмиг (Böhmig) 467, 470
Бёмингауз (Boeminghaus) 1037, 1066"
Бенгтсон (Bengtsson) 905
Бенда (Benda) 233, 296, 932, 942, 952,
970, 984, 996, 997, 1070, 1832
Бендиен (Bendien) 273
Бенеке (Beneke) 1428, 2390
Бёниг (Boenig) 894
Беннгольд (Bennhold) 1575
Беннинггофф (Benninghoff) 1721, 1959,
1960
Бенсен (Behnsen) 1738
Бенсли (Bensley) 973, 1248, 2224, 2227,
2228
Бентсен (Bentsen) 1750
Бенуа (Benoit) 2209
Берблингер (Berblinger) 2197
Берг (Berg) 201, 202, 283, 1238, 1249—
1251, 1254, 1539, 2088
Берге тен (Berge В. S. ten) 389, 467, 471,
472, 518
Бернар Клод (Bernard Claude) 1096

Указатель авторов
651
Бернауэр (Bernauer) 61
Бернер (Berner) 887
Бёрнер-Патцельт (Boerner-Patzelt) 1692,
1693
Берроуз (Burrows) 154, 171
Бест (Best) 1096, 1102, 1103
Бете (Bethe) 200, 320, 696, 1780, 1782,
1902, 1936, 1938, 1940
Беттман (Bettmann) 149
Бехер Г. (Becher Н.) 1242, 1991
Бехер С. (Becher S.) 26, 606, 625, 731,
743, 746, 949, 1583, 1626, 1629
Ди Биази (Di Biasi) 274
Бидерман (Biedermann) 1028, 1153, 2012
Билдснейдер (Beeldsnyder) 4
Билыповский (Bielschowsky) 185, 1518,
1525, 1540,1786,1788—1791, 1873, 1909,
1911
Бимс (Beams) 1005
Бионди (Biondi) 721, 7844, 1882
Бито (Bito) 1894
Биццоцеро (Bizzozero) 937
Блом (Blom) 2244
Блотефогель (Blotevogel) 767, 1603
Блох (Bloch) 1139, 1178, 1180
Блохман (Blochmann) 506, 539
Блум (Bloom) 2230
Блюм (Blum) 202, 253, 265, 271
Бовери (Boveri) 2378н 2381
Богтом (Boggom) 1839'
Бодиан (Bodian) 1816, 1817, 1908
Бойтендайк (Buytendijk) 1262
Бокк (Воск) 1631
Больцек (Bolcek) 302, 306
Борберг (Borberg) 2212, 2213
Борелль (Borell) 770
Борн (Born) 111, 538, 870, 878—880, 2404
Борнштейн (Bornstein) 779
Борет (Borst) 76
Борхардт (Borchardt) 1226
Боуэн (Bowen) 1006, 1014, 1026
Боцлер (Bozler) 1214
Бразиль (Brasil), см. Дюбоск-Бразиль
Брандино (Brandino) 1228
Брандт Т. (Brandt Th.) 1442
Брандт В. (Brandt W.) 1810
Браун (Braun) 1465
Браунмюль (von Braunmühl) 1880
Браус (Braus) 2103
Бремер (Bremer) 1&05
Бресслау (Breßlau) 642
Бресслау Е. (Bresslau Е.) 2167
Бретпшейдер (Bretschneider) 989, 1207
Бринкман (Brinckmann) 1298
Брович (Browicz) 274
Бродерсен (Brodersen) 1576
Бройн (de Bruyn) 1044, 1382
Брунсвик (Brunswik) 1080, 1081, 1253
Брух (Bruch) 412, 574
Брюкке (Brücke) 1690
Бугге (Bugge) 539
Буги (Bugyi) 619
Букач (Bukatsch) 923, 955
Буке (Boeke) 1912, 2335, 2399
Бунгартц (Bungartz) 2457
Бургдорф (Burgdorf) 2197
Бурн (Bourne) 1186, 1188
Бурхардт (Burchardt) 248
Бухер О. (Bucher О.) 2235
Бухер Р. (Bucher R.) 1432
Бухнер (Buchner Р.) 2143, 2183, 2377
Буэн (Bouin) 176, 187, 201, 209, 212, 219,
305
Бьёркенгейм (Björkenheim) 1472, 1478
Бэрк (Burke) 260, 267
Бэркет (Burket) 429, 1674, 1675
Бюбенет (Bubenaite) 1763, 1773
Бюзинг (Busing) 1645
Бюйар (Bulliard) 1255
Бюкклерс (Bücklers) 2310
Бюркер (Bürker) 1315, 1442
В ада (Wada) 917
Вайль (Wail) 2239
Валлярт (Wallart) 712, 1495, 1497, 1510,
1711, 1913
Вальдейер (Waldeyer) 646, 2267
Вальрафф (Walraff) 1095, 1104, 1105,
1242, 1243, 1246, 1897, 2199
Вальтер К. (Walter К.) 2222 ,
Вальтер Л. (Walter L.) 1502, 1503
Вальц (Walz) 270
Ван-Вальзем (van Walsem) 98, 427, 613
Ван-Герверден • (van Herwerden) 252, 914,
1312, 1755
Ван-Гехухтен (van Gebuchten) 226
Ван-Гизон (van Gieson) 707, 708
Ван-Дам (van Dam) 1298
Ван-Дейл (van Deyl) 4
Ванкелль (Wankell) 757
Ваннотти (Vannotti) 150
Вассерман (Wassermann) 465
Вастарини-Крези (Vastarini-Cresi) 1828
Ватанабе (Watanabe) 982
Вахенфельдт (von Wachenfeldt) 893
Bee (von Veh) 507
Вейгерт (Weigert) 565, 677,, 700, 1070,
1424, 1426, 1560, 1820, 1821, 1822,
1824, 1844, 1845
Вейденрейх (Weidenreich) 581, 1330, 1332,
1333, 1610, 1649, 1658, 1684
Вейзе (Weise) 1340, 1344
Вейл (Weil) 253, 273, 275, 1671, 1734
Вейлль (Weill) 2084
Вейсбергер (Weissberger) 353
Вейсс Е. (Weiss Е.) 149, 1441, 1960
Вейсс П. (Weiss Р.) 909
Вейсшедель (Weisschedel) 1838, 1839
Вельтман (Weltmann) 2221
Вейт (Veit) 895
Вентцлаф (Wentzlaff) 760
Венчер (Wentscher) 208
Вератти (Veratti) 1121
Вергёф (Verhoeff) 2311
Вёрдеман (Woerdemann) 1262
Вермель Е. М. 1237
Вермес (Vermes) 862
Берн (Verne) 862, 1153, 1245, 1246
Вернекке (Wernecke) 2286
Вернер (Werner) 189, 201—204, 208, 210,
212, 239, 240, 242, 244, 2362, 2363, 2369
Вероцаи (Verocay) 274, 276, 1515
Верее (Verso) 1037
Верцберг (Werzberg) 1329, 1384
Вестблад (Westblad) 789
Ветцель (Wetzel) 397
Вивелин (Vihvelin) 1713
Визель (Wiesel) 2217

652
Указатель, авторов
Вивер (Wieser) 212 ч • ■ • .
Виклейн (Wicklein) 1205
Вильдер (Wilder) 1529, 1532, 1536
- Вильсон (Wilson) 898
Виммер (Wimmer) 1188
Вимтруп (Vimtrup) 1960
Виндаус (Windaus) 1080
Винер (Wiener) 1208
Винивартер (Winiwarter) 297, 691, 692,
961, 962
Винклер (Winkler) 381, 1154
Вирхов Г. (Virchow Н.) 249, 2398
Виттгенштейн (Wittgenstein) 2062
Виттмаак (Wittmaack) 239, 2362, 2365
Волынский Ф. А. 1953
Вольтерра (Volterra) 1546, 1549
Вольтере (Wolters) 1820, 1827
Вольф (Wolf) 195, 452, 458, 869, 1108
Вольфарт (Wohlfahrt) 1754
Вольф-Гейдеггер (Wolf-Heidegger) 1733,
2065
Вольфе (Wolfe) 2201
Воронин 1288, 2007
Ворчестер (Worcester) 334
By (Wu) 1437
Вульф (Wulff) 261, 1339
Вурмбах (Wurmbach) 1641
Вюст (Wüst) 807
Гаам (Haam) 1297
Габерланд Ф. (Haberland F. О.) 110
Габерландт Л. (Haberlandt L.) 1312
Гад (Gad) 1713
Гаден (Haden) 1340, 1341
Гадорн (Н adorn) 794
Газеорокк (Hasebrock) 1181
Гайтингер (Haitinger) 71, 923, 955
Гакман (Hackmann) 351, 1194
Гале (Hale) 352
Галльгеймер (Hallheimer) 1158
Галльман (Hallmann) 1324
Гамбургер В. (Hamburger V.) 104
Гамбургер Г. (Hamburger Н. J.) 1978
Гаммар (Hammar) 253, 805,^904, 905, 1037,
1129, 2243, 2244
Гамперль (Hamperl) 71, 1129, 2060, 2062,
2072
Ганзен (Hansen) 278, 603, 669, 681, 687,
707, 709, 747, 1578, 1598
Ганн (Hann) 893
Ганновер (Hannover) 232
Ганс (Gans) 273, 1755
Гармус (Garmus) 760
Гарнье (Garnier) 207, 2120
Гаррис (Harris) 670, 2081
Гаррисон (Harrison) 154
Гартен (Garten) 92
Гартман (Hartmann) 2008
Гартох (Hartoch) 2232
Гаряев (Gariaeff) 1782
Гаскелл (Gaskell) 389, 467, 469
Гафф (Haff) 2086
Гаузер (Häuser) 582.
Гауг (Haug) 1614
Геард (Heard) 883
Гебгардт (Gebhardt) 87 -
Гёбер (Höber) 202
Геггквист (Häggquist) 682,
Гедда (Gedd*y2244 ч
Гедингер (Hedinger) 517
Гейденгайн М. (Heidenhain М.) 96, 176.
286, 325, 328, 332г-345, 409, 671, 672,
676, 688, 692,959,148^8—1490, 1505,1507,
1512, 1704, 1709, 1710, 1722, 1723,
1941, 2087, 2180, 2259
Гейденгайн Р: (Heidenhain R.) 683, 2125
Тендер (Heider) 2377
Гейдерманнс (Heidermanns) 1641
Гейер (Geyer) 2377
Гейм (Heim) 78
Геймштедт (Heimstädt) 72
Гейне (Heine) 64
Гейнекке (Heinecke) 2000
Гейтлер (Geitler) 915, 927, 928, 932, 934—
938
Гейтц (Heitz) 927, 928, 938
Геккер (Hacker) 2143, 2152, 2377
Гелей (Gelei) 933, 939, 1106
Гелли (Helly) 176, 214, 219, 337
Гелльман (Hellmann) 905, 1994, 2080
Гелльстен (Hällsten) 1440
Гель (Hoehl) 1479
Гельд (Held) 176, 184, 239, 240, 686, 1753,
1759, 1875, 1887
Гельфанд (Gelfand) .2476
Гёмёри (Gömöri) 1222, 1529, 1531, 1533—
1535, 1639, 1714
Генке (Henke) 216
Генкель (Henckel) 1199
Генле (Henle) 2211
Геннеги (Henneguy) 546
Георги (Georgi) 906
Гёпке (Hoepke) 381, 480
Гёпперт (Goppert) 632
Геринга (Heringa) 389, 467, 471, 472,
475, 476, 505, 506, 534, 811, 822, 1029,
1537
Герксгеймер Г. (Herxheimer G.) 1044, 1046,
2291
Герксгеймер К. (Herxheimer К.) 2264
Герлах И. (Gerlach J.) 1778
Герлах В. и В. (Gerlach W. п. W.) 1232
Герман (Hermann) 293, 295, 2179
Гермер (Germer) 201
Герота (Gerota) 1989
Геррера (Herrera) 1871
Геррикк (Herrick) 905
Гертвиг Г. (Hertwig G.) 201, 219
Гертвиг О. (HertwigNО.) 208, 1283, 2404.
2406
Гертвиг Р. (Hertwig R.) 1283
Гертнер (Gärtner) 1851
Герфорт (Herfort) 2389
Герценббрг (Herzenberg) 797
Герцог (Herzog) 2358
Герцфельд (Herzfeld) 786
Герщ И. (Gersh) 351, 1248
Герш В. (Gersch) 954
Гесс (Hess) 1077
Гессе (Hesse) 2458
Гейдорфер (Heudorfer) 409, 1180, 2003
Гийермон (Guiliiermond) 966
Гикльгорн (Gicklhorn) 595, 754, 757, 789,
799 1252
Гимза (Giemsa) 730, 1337—1340, Щ7,
1358, 1360, 1363, 1366, 1401, im
Гинтцше (Hintzsche) 1199
Гирке (Giercke v.) Ш$, 1157

Указатель авторов
653
Гирон (Ghiron) 760
Гирфорд (Heerfordt) 2337
Гирт (Hirt) 71, 151, 1188, 1884, 2094, 2119
Гиртль (Hyrtl) 1985
Гирш (Hirsch) 147, 202, 754, 757, 760,
772, 780, 968, 989, 1026, 1207, 2012,
2015, 2016
Гиршлер <Нirschler) 539, 1010
Гиршфельд (Hirschfeld) 13>06, 1380
Гис (His) 873, 1998
Глесснер (Glaessner) 2062
Глобус (Globus) 1844, 1852, 1867
Гмелин (Gmelin) 1136
Гойер (Hover) 1989
Голланд (Hollande) 309, 1154
Голлатц (Hollatz) 905
Голльборн (Hollborn) 778
Головин Е^787
Голодец (Golodetz) 1081
Гольдгаммер- (Goldhammer) 1608
Гольджи (Goldgi) 1019, 1764, 1770
Гольдман Б. (Goldmann Е.) 762, 769
Гольдман И. (Goldmann I.) 1381, 1382
Гольднер (Goldner) 1495, 1498, 1711
Гольдшмидт (Goldschmidt) 161
Гольман (Holmann) 2140
Гольмгрен Б. (Holmgren Б.) 343
Гольмгрен Ф. (Holmgren F.) 1440
Гольмгрен Г. (Holmgren Н.) 1257, 1408,
1410, 2096
Гольмер (Holmer) 2104
Гольтфретер (Holtfreter) 120
Гольцер (Holzer) 1844, 1848
Гоман Б. (Homann Б.) 859, 862
Гоман Г. (Homann Н.) 2306
Гопкинс A. (Hopkins А. Е.) 1754
Горновски (Hornovsky) 1563
Готтлиб (Gottlieb) 796, 1680
Гоффман ла Pom (Hoffmann la Roche) 109,
1179 '
Гоффман (Hoffmann) 58
Гохштеттер (Hochstetter) 132, 133
Граам (Graham) 1378
Грабовер (Grabower) 1905
Грам (Gram) 703, 744
Грандис (Grandis) 1219
Граупнер (Graupner) 353 -
Греефф (Greeff) 2358
Гренахер (Grenacher) 639
Грепер (Gräper) 776
Грефф (Graff) 389, 467, 469, 1155,^1157—
1161, 1379, 2314
Гринмен (Greenman) 2453
Грино (Greenough) 81
Гринфеллт (Grynfellt) 1202
Грот (Groat) 838
Гробети (Groböty) 2477
Гролль (Groll) 105
Трос (Gros) 1793
Гросс (Gross W.) 198, 203, 269, 807, 1044,
1047
Гроссер (Grosser) 1978, 2469
Гроссо (Grosso) 725
Грот (Groth) 909
Груби (Hruby) 2236
Грюнвальд (Grünwald) 1352, 1355
Грютцнер (Grützner) 1469
Губер (Huber) 354, 945
Гутгерц (Gutherz) 944, 948
Ггобер (Hueber) 814
Гюкк <Hueck) 1110, Uli, 1116, 1123, 1130,
1153, 1202, 1208
Гюртле (Hürthle) 1705
Гютер (Hueter) 1514
Дабелов (Dabelow) ß293
Давыдов M. M. 2129
Дадди (Daddi) 1044, 1045
Дальберг (Dahlberg) 905
Данкмейер (Dankmeijer) 898
Данчакова В. M. 557
Даньелль (Dagnelle) 1837, 1841
Девенпорт (Davenport) 1839, 1908, 1922
Девидсон (Davidson) 1531, 1536
Дегквитц (Degkwitz) 1316
Деетиен (Deetjen) 1309
Дейкун 1528
Делоне (Delaunnay) 1605, 1607, 1619
Демут (Demuth) 154
Дёттль (Döttl) 2447, 2453
Джексон (Jackson) 1480
Джонс (Jones) 1900
Джоэль (Joel) 795, 2166, 2172
Джуэвтти (Guizzetti) 2033
Диппель (Dippel) 92
Дитрих (Dietrich) 387, 860, 1086
Добелл (Dobell) 729
Догель А. С. 1929, 1936, 1939—1941,
2356.
Доерти (Doherty) 1967
Долланд (Dolland) 4
Доль (Dohl) 2412
Домагк (Domagk) 660, 662, 707, 710, 732,
740, 745, 837, 1044, 1047, 1488, 1492
Домарус (Domarus) 1376, 1453
Доминичи (Dominici) 46, 726
онаджо (Donaggio) 1780, 1781, 1842
оналдсон (Donaldson) 2453
офлейн (Doflein) 2458
Дран (Drahn) 411, 574, 826, 855, 857
Драганеско (Draganesco) 1840
Драш (Drasch) 2012, 2443
Дрюнер (Drüner) 81
Дуайон (Doyon) 968
Дубрауски (Dubrausky) 1870
Дудих (Dudich) 107
Дункан (Duncan) 1814
Дюбоск-Бразиль (Duboscq-Brasil) 308
Дюбрель (Dubreuil) 978
Дюваль (Duval) 389
Дубринг (Dubring) 2453
Дюрк (Dürck) 1823, 1964
Дюсберг (Duesberg) 992, 996
Егер (Jäger) 594
Екер (Jeker) 2116
Елинек (Jelinek) 485
Жандр (Gendre) 1093, 1100
Жера^ (G6rard) 1050, 1229, 1242, 2077.
Жильсон (Gilson) 340
Жиру (Giroud) 1184, 1186, 1188, 125$
Жолли (Jolly) 208
Жуайе-Лавернь (Joyet-Lavergne) 1182,
1188, 1255
Заллер (Sailer) 2447
Зандегрен (Sandegren) 2244

654
Указатель авторов
Зандман (Sandmann) 1696
Зауберёр (Sauberer) 893
Захариадес (Zachariades) 1466, 1600
Захариас (Zacharias) 1208
Зеелигер (Seeliger) 2024
Зееман (Seemann) 783, 1304, 2114
Зеервальд (Sehrwald) 1767
Зеерт (Sehrt) 1381, 1382
Зейфрид (Seifried) 853
Зеленка (Selenka) 898
Зелигман (Seligmann) 2358
Зибер (Sieber) 1231
Зидентопф (Siedentopf) 52, 72
Зилер (Sihler) 1713
Зольгер (Solger) 1694, 2014
Иванов 568
Иде-Ровас (Ide-Rozas) 374
Иеескелайнен (Jääskelainen) 1193
Иеннер (Jenner) 1352, 1355
Иенч (Jentsch) 72
Иенсен (Janssen) 677
Икеда (Ikeda) 546
Имгейзер (Imhäuser) 1243
Ион К. (John К.) 36, 50, 496
Ион Ф. (John F.) 2296
Иордан (Jordan) 402, 462, 559
Иорес (Jores) 858, 860
Ирл (Earle) 677
Кабш (Kabsch) 427
Кавамура (Kawamura) 1031
Каданов (Kadanoff) 1810
Каевель (Kaewel) 869
Казангиу (Casangiu) 1840
Казаринов 1084
Кайзер Б, (Kaiser Б.) 806
Кайзер М. (Kaiser М.) 98
Кайзерлинг (Kaiserling) 201, 858, 902
Каллеиа (Calleja) 715, 1508
Каллиус (Kallius) 1776
Камптнер (Ramptner) 814, 815, 816
Канцлер (Kanzler) 1844, 1869
Капперс (Kappers) 888
Капсенберг (Kapsenberg) 156
Караччи (Carazzi) 434, 560
Кардазевич (Kardasewitsch) 223, 274
Кардос (Kardos) 1370, 1407
Käpepe-Комес (Carere-Comes) 1214, 1215,
1417, 1731
Карл (Carl) 1297
Карлетон (Carleton) 202, 708, 1099, 2126
Карлсон (Carlson) 905
Kapnya (Carnoy) 226, 2404
Карпова Л. П. 1002
Каррель (Carrel) 154, 163, 170, 171, 173
Карчаг (Karezag) 798
Каспер (Kasper) 82 '
Касперсон (Caspersson) 67, 919, 1754
Кастро де (Castro de) 1689
Катсунума (Katsunuma) 1155, 1180
Кауфман (Kaufmann) 1031, 1037, 1044,
1054, 1065, 1068, 1069, 1079, 1085—1088
Кач (Katsch) 113
Кащенко Н. Ф. 874
Кахаль Рамон"и (Cajal) 716, 1019, 1020,
1761, 1769,1797—1799, 1806, 1844, 1849,
1854, 1856, 1871, 2102, 2354, 2355
Квастлер (Quastler) 902
Кейбель (Keibel) 2413
Кейзер (Keyser) 1814
Кёлер (Köhler) 26, 42, 59, 66, 76, 78, 92,
919
Келлер Р. (Keller R.) 595, 754, 775, 789,
799
Кёлликер (Koelliker) 2115
Кемпф (Kempf) 408
Кёнигсдорфер (Königsdörffer). 76
Kenne (Коерре) 150, 2305
Кессельяк (Kesselyak) 107
Кийоно (Kijono) 754, 770, 799, 979
Киммельштиль (Kimmelstiel) 1079
Кин (Kihn) 753
Киоди (Chiodi) 2114
Кисе (Kiss) 1887
Киссер (Kisser) 370, 425, 443, 499, 500t
737, 806
Киттштейнер (Kittsteiner) 336
Клара (Clara) 688, 1183, 1256, 1516, 1717,
2023, 2029, 2031, 2032, 2036—2038,
2074, 2076, 2104, 2106, 2111, 2113—2115,
2128 2187
Кларк* (Clark) 1260, 2224
Кларк Ле Грос (Clark Le Gros) 1839
Кларфельд (Klarfeld) 1545
Клаузен (Clausen) 891
Клебс (Klebs) 389
Клееберг (Kleeberg) 1067
Клейн (Klein) 506
Клейненберг (Kleinenberg) 312
Клеменсевич (Klemensiewicz) 149, 760,
1441
Кливеленд (Cleveland) 2201
Клингельгёффер (Klingelhöffer) 2377
Клинебергер (Klineberger) 1297
Книппинг (Knipping) 516
Кнолль (Knöll) 156
Кнюзель (Knüsel) 2307, 2335.
Когапш (Kohashi) 1504
Коккель (Rockel) 1208, 1210, 1429
Коккиус (Coccius) 1282
Кокс (Сох) 1774
Колачев А. Я. 1009
Колльё (Collier) 1342, 1400
Коломбо (Colombo) 787
Колосов А. А. 1287
Кольмер (Kolmer) 202,212, 239, 241, 2358,
2360, 2364, 2368, 2375
Кольстер (Roister) 977
Колюччи (Colucci) 841
Комая (Komaja) 1230
Кон (Kohn) 1124, 2209
Конгейм (Cohnheim) 1300, 1440
Коои (Кооу) 534
Коон (Cohn) 632, 637
Коопман (Koopmann) 217
Кошп (Röpsen) 243, 976, 1008-г-ЮЮ,
1013, 1017, 1026, 1119, 1121, 1772, 2392,
.. 2398
Кордье (Cordier) 1229, 2077, 2212
Корнинг (Corning) 1775
Коронини (Coronini) 411
Корренс (Correns) 1893
Корти (Corti) 632
Корфф (von Korff) 1653
Коршельт (Korscheit) 2377
Косса (Kossa) 1222, 1634, 1637
Костанецки (Kostanecki) 23.83

Указатель авторов
65S
Коудри (Cowdry) 781, 973, 983, 984, 990,
996, 1026, 1753, 1759, 1807
Кох A. (Koch А.) 1239
Кох Г. (von Koch G.) 1671
Кох К. (Koch К.) 2226
Кох В. (Koch W.) 1245
Кохоон (Colquhoun) 1669
Краатц (Kraatz) 521
Краллингер (Krallinger) 310, 373, 941—
943,947,2175
Краузе Ц. (Krause С.) 865, 1282
Краузе К. (Krause Curt) 862, 865
Краузе Р. (Krause R.) 112, 213, 643,' 718,
722, 842, 1695, 1700, 1704, 1765, 1779,
1929, 1931, 1934, 1947, 1981, 2097, 2133,
2334, 2364, 2374
Краузе В. (Krause W.) 2349
Краус Е. (Kraus Е. Y.) 2195, 2202, 2237
Крауспе (Krauspe) 732, 735
Краусс (Krauss) 1991
Крадиун (Craciun) 159
Крейбих (Kreibich) 1171, 1180
Кремер (Kremer) 1122
Кретэн (Cretin) 1220, 1225
Креутцфельд (Creutzfeld) 1827
де Крини ((Je Crinis) 1777
Крисшш-Экснер (Kryspin-Exner) 1751
Кристеллер (Christeller) 479, 519, 1230
Кристол (Cristol) 1202
Кристофферсен (Christoffersen) 905
Кромайер (Kromayer) 2264
Кромпехер (Krompecher) 1645
Кронтовский А. А. 161
Кронфельд-Джилера (Kronfeld-Guilera)
2154
Кроон (Krohn) 1598
Кроссмон (Crossmon) 1488, 1494
Крюгер (Krüger) 398, 420
Куби (Kubie) 1531, 1536, 2222
Кубо (fcubo) 239
Кувада (Kuwada) 930
Кулль (Kuli) 972, 984, 994
Куль П. (Kuhl Р.) 1297
Куль В. (Kuhl W.) 909
Кульчицкий Н. К. 1820, 1825
Кунге (Cunge) 1966
Кунике (Kunike) -1672
Купфер (Kupffer) 1982, 2091, 2102, 2390
Куртис (Curtis) 708
Курье (Courier) 2456
Кучера-Айхберген (Kutschera-Aichbergen)
1028, 2213
Куяр (Coujard) 2046
Кюне (Kühne) 147, 1467, 1895, 2352
Кюстер (Küster) 921
Лаврентьев Б. И. 1915, 1953
Ламм (Lamm) 894
Ланг, (Lang) 323, 331
Лантане (Langhans) 1099
Ландау (Landau) 1796, 1834
Ландстрём (Landström) 1754
Ланжерон (Langeron) 29, 307, 843
Лапин М. Л. 897
Лашшский (Lapinski) 1437
•Лаубенгеймер (Laubenheimer) 78
Лаубер (Lauber) 2358
Лауда (Lauda) 2131
Лаукс (Laux) 1079
Лаухе (Lauche) 175
Лебедкин С. И. 874, 876, 891
Леблон (Leblond) 1184, 1186
Лебрен (Lebrun) 2404
Лёв (Low) 489, 490, 497, 498, 500. 1599
Лёвенталь (Löwenthal) 250
Лёвенфельд (Löwenfeld) 2226
Лёвенштедт (Löwenstädt) 624
Леви Джулио (Levi Giulio) 566
Леви Джузеппе (Levi Giuseppe) 154, 174,
177, 1276, 1726, 2149, 2346
Лёвит (Löwit) 1904, 1905
Лейдлоу (Laidlav) 1179, 1531
Лейшман (Leishman) 1355
Лёле (Loele) 1155, 1162—1173, 1175, 118Т
Леман Е. (Lehmann Е.) 1031, 1037, 1044,
1065, 1068, 1069, 1079, 1085, 1087
Леман Ф. (Lehmann F. Е.) 791, 792, 2114'
Леммель (Lemmel) 1180
Ленггенхагер (Lenggenhager) 1453
Ленгли (Langley) 147, 2019
Ленгоссек (Lennossek) 2319
Лендваи (Lendvai) 499
Ленер (Lehner) 558, 603, 1391, 1411, 2023,.
2033, 2036, 2055
Леновель (Lenauvel) 29
Лентце (Lentze) .26, 95
Леонар (Leonard) 1092
Лепене (Lepehne) 1436
Лёр (Lohr) 1079
Лермитт (Lhermitte) 1796, 1912
Леупольд (Leupold) 1572
Лёффлер (Löffler) 180, 182
Лешке (Leschke) 2139
Ли (Lea) 147
Лизеганг (Liesegang) 1190, 1206, 1214
Лизон (Lison) 603, 876, 1050, 1051, 1054,.
1056, 1068, 1088, 1104, 1129, 1146, 1153,
1154,1176, 1180, 1200,1202, 1208, 1210,.
1214, 1216, 1217, 1220, 1221^ 1225, 1232^
1242, 1256, 1258, 1837, 1841,. 2064, 2072,.
2073, 2077, 2212
Лилли (Lillie) 677
Линдберг (Lindberg) 154, 173
Линьяк (Lignac) ИЗО, 1133
Лихотцкий (Lihotzky) 72
Лобо (Lobo) 1811
Логинов В. 1463, 1716
Лоев (Loew) 521
Ломбард (Lombard) 149
Лонг (Long) 2453
Лондон Б. (London В.) 2141
Лондон Е. С. 1783
Лонуа (Launoy) 2040
Лоос (Loos) 59
Лорбеербаум (Lorbeerbaum) 2268
•Лохауз (Lohaus) ДО, 203, 807
Лохте (Lochte) 2284, 2286
Льетник (Ljetnik) 856
Льюис (Lewis) 2203
Льюис М. (Lewis М. R.) 122, 170, 174, 178,.
782 932
Льюис В. (Lewis W. Н.) 169, 170, 174,.
178, 782, 932
Лэйн (Lane) 2227
Любош (Lubosch) 2392
Любе (Lubs) 1260
Людтке (Lüdtke) 1453 .
Люндвалль (Lundvall) 854, 1596

€56
Указатель авто роб
Люндгрен (Lundgren) 905
Люстгартен (Lustgarten) 1014, 1121
Лягесс (Laguesse) 1537, 1714
Ля Манна (La Manna) 1836
Маас (Maas) 49
Магнус (Magnus) 1990
Маинини (Mainini) 1219
Маис (Mays) 1279
Май (May) 1352, 1355
Майер (Mayer) 1031
Майер М. (Mayer М.) 1347
Майер П. (Mayer Р.) 93, 282, 313, 322,
324, 326, 327, 385, 405, 411, 440, 441,
495, 541, 587, 613, 615 , 619, 631, 639,
642—644, 647, 649—651, 653, 697, 714,
733, 833, 850, 1118, 1574, 159Q, 1597,
1656, 1752, 2025, 2028
Майер Паула (Mayer Paula) 1822
Майнот (Minot) 488
Макаллум (Macallum) 520, 1208, 1209,
1214, 1221
Mak-Гилл (McGill) 1487
Мак-Кинней (McKinney) 185
Мак-Клунг (McClung) 310, 357, 358, 428,
429, 817, 841, 851, 1303, 2436
Максимов (Maximbw) 177, 186, 338, 730,
1389, 1390, 2402
Малл (Mall) 1466
Маллори (Mallory) 685, 688, 1486, 1513,
1874
Манн (Mann) 212, 259, 728
Мансон (Manson) 1376
Mapein (Maresch) 1518
Марки (Marchi) 1821, 1838, 1839
Марковитин 1937
Маркус (Marcus) 1712
Марлов (Marloff) 1297
Мартинотти (Martinotti) 1290, 2250, 2253,
2268, 2271, 2272
Маслова А. 785
Массой (Masson) 685, 711, 843, 844, 1129,
1495, 1496, 2027, 2077
Матис (Mathis) 582, 661
Матсуура (Matsuura) 1568
Маурер (Maurer) 2203
Мевес (Meves) 233, 297, 971, 983, 996,1308,
2184, 2385, 2386
Мейер A. (Meyer А.) 283, 932, 1693
Мейер Э. (Meyer Б.) 2000
М ец л он (Malone) 500
Мейнленд (Mainland) 880
Мёллендорф (von Möllendorff) 592—594,
603, 606, 724, 755, 757, 762, 765, 768,
7.75, 776, 786, 799, 1483, 2124, 2132,
2472
Мёлльгард (Moeligard) 520
Мельтцер Г. (Meitzer Н.) 1936
Менар (Menard) 185, 1531
Мёнкеберг (Mönckeberg) 200, 1902
Меннер (Menner) 1740
Меола (Meola) 968
Мерк (Mark) 531
Меркель (Merkel) 319
Мерсье (Merrier) 336
Меттлер (Mittler) 1839
Метц А. (Metz А.) 1865
Метц (Metz С.) 87, 1449
Метцнер П. (Metzner Р.) 92
Метцнер Р. (Metzner R.) 697, 698, 991;
2018, 2020, 2021, 2069
Мигалик (Mihalik) 1887, 1925
Миками (Mikami) 1227
Миллер Ч. (Miller СИ.) 1904, 1907 .
Миллер В. (Miller W. S.) 897
Милло (Millot) 1151
Миловидов (Milovidov) 640
Мино (Minot) 488
Минучи (Minouchi) 941, 942
Миславский (Mislawsky) 2042
Митамура (Mi tarn ига) 787
Михайлов С. 1940, 1953
Михаэлис (Michaelis) 315, 551, 599, 601,
614, 780, 781, 1040, 1042, 1043, 1046,
1159, 1226
Михель (Michel) 78
Молешотт (Moleschott) 1725
Моллер (Moller) 2301—2303
Молль (Moll) 2158
Молльер (Mollier) 2007, 2050, 2086
Моммзен (Mommsen) 1345, 1361, 1362,1368
Монне (Monne) 924, 1000, 1003
Моранди (Morandi) 1796, 1834
Мураяма (Murayma) 1621
Мюллер А. (Müller А.) 1732
Мюллер Б. (Müller £.) 2063
Мюллер Г. (Müller П.) 244
Мюллер О. (Müller О.) 149
Мюнцер (Münzer) 1091
Нагель (Nagel) 100
Нажотт (Nageotte) 1088 .
Накано (Nakano) 1379
Насонов Д. Н. 1009, 1010, 1015
Наше (Nachet) 63
Негели (Nägeli) 1294, 1453
Нейбауэр (Neubauer) 1442
Нейберг (Neuberg) 383
Нейберт (Neubert) 131, 1509, 1729, 1730,
2007 .
Нейвейлер (Neuweiler) 90
Нейкирх (Neukirch) 1091
Нейлор (Naylor) 595
Неймаиер (Neumayer) 564, 582, 894, 1987
Нейман (Neumann) 814, 1682
Нери (Neri) 1364
Никифоров М. Н. 1327
Нильсен (Nielsen) 1096, 1101
Ниссинг (Niessing) 1485
Ниссль (Nissl) 1741—1743
Нишимура (Nishimura) 1202
Нолль (Noll) 1089
Нохт (Nochtj 730
дю Нуайе (du Noyer) 819
Нуцци (Nuzzi) 94
Нюрнбергер (Nürnberger) 2265
Оберндорфер (Oberndorfer) 1153
Обрегиа (Obregia) 548, 555, 563, 565
Обет (Obst) 950
Овертон (Overton) 145, 288, 374
Огата (Ogata) 1129, 2212, 2219
Окайима (Okajima) 752, 882
Окамото (Okamoto) 1212, 1224, 1224
Оккельс (Okkels) 907, 1096, 1101, 1193,
1199
Оливейра (Oliveira) 1555
Ольт (Olt) 549, 561, 569

Указатель авторов
657
Одпель (Oppel) 1999, 2424
Оппенгеймер (Oppenheimer) 2101
Орт (Orth) 244, 247, 636
Ортон (Orton) 430
Остертаг (Ostertag) 1541
Острейхер (Oestreicher) 2140
Отами (Otami) 2105
Пайнтер (Painter) 929, 941
Паль (Pal) 1826
Пане (Panse) 2361
Панш (Pansch) 1965, 1988
Пап (Pap) 1532
Папаниколау (Papanicolau) 2454
Паппенгейм (Pappenheim) 602, 699, 723,
724, 730, 1303, 1367, 1369, 1375, 1379,
1384, 1403, 1405, 1453
Пара (Parat) 1004
Паркер (Parker) 154, 1874
Пассера (Passera) 2341
Пастельс (Pasteeis) 1092
Патцельт (Patzelt) 1102, 1594, 2055, 2059,
2068—2070, 2078, 2085, 2222, 2258, 2262
Паунц (Paunz) 798
Пачини (Pasini) 1499, 1504
Пеккельгаринг (Peckelharing) 1468
Пенлеве (Painleve) 1004
Пенфилд (Penfild) 1844, 1853, 1867, 1868
Пердрау (Perdrau) 1524, 1531, 1844, 1883
Перени (Perenyi) 322
Перец (Perez) 1871, 1920
Петер (Peter) 875, 878—881, 884, 886,
888, 898, 2294, 2417
Петерсен (Petersen) 44, 45, 512, 748, 749,
837, 845, 1488, 1491, 1626, 2288
Петерфи (Peterfi) 55, 153, 175, 179, 369,
389, 392, 394, 440, 1698, 1710, 1717
Петри P. (Petri R.) 92
Петри Г. (Petry G.) 552, 853
Петру нкевич (Petrunkewitsch) 280, 341
Петтен (Patten) 201, 305
Пёттер (Potter) 1845
Пикворс (Pickworth) 1965, 1967
Пикфорд (Pickford) 280
Пипер (Pieper) 1915, 2296
Пишингер (Pischinger) 199, 594, 595, 603,
1242, 1244, 1264, 1692, 1693, 1703, 1748,
1898
Планк (Plank) 517
Плате (Plate) 376
Плате,Е. (Plate Е.) 1186, 1187
Платнер (Platner) 1002
Нленк' (Plenk) 1546, 1714, 1961, 2085
Плечник (Plecnik) 410
Плотников (Plotnikow) 757
Подвысоцкий В. В. 692, 693
Подгралский (Podhradski) 1923
Позо (Poso) 416
Поликар (Policard) 206, 207, 266, 968,
1190, 1193, 1199, 1200, 1232, 2114,
2120
Политцер (Politzer) 777, 889
Поллер (Poller) 898
Полль (Poll) 208, 348, 717
Полляк (Pollak) 2166 .
Поммер (Pommer) 1622, 1633
Поска-Тейсс (Poska-Teiss) 1271
Пост (Post) 430
Прантер (Pranter) 416, 417, 1558
42 б. Ромейс
Пратье (Pratje) 889
Прёлль (Pröll) 796
Пренан (Prenant) 1181
Пржесмицкий (Przesmicky) 787
Прикетт (Prickett) 1840
Прудден (Prudden) 668
Пульхер (Pulcher) 595
Пфейфер (Pfeiffer) 2214
Пфуль (Pfuhl) 335, 346, 463, 466, 554,
763, 766, 768, 908, 1183, 2087
Рабль К. (Rabl С.) 314, 317, 318, 2343,
2344
Рабль К. P. (Rabl С. R. Н.) 1217
Рабль Г. (Rabl Н.) 1059
Равитц (Rawitz) 299
Рамшталер (Ramsthaler) 65
Ранвье (Ranvier) 1270, 1280, 1454, 1458,
1576, 16<&, 1719, 1739, 1904, 1906, 2097,
2328, 2329, 2331, 2376
Ранке (Ranke) 375
Рансон (Ranson) 1812
Расмуссен (Rasmussen) 905
Распайль (Raspail) 1190
Рат (vom Rath О.) 316
Ратери (Rathery) 1031
Раубер (Rauber) 2427
Рахов (Rachow) 2377
Регенданц (Regendanz) 1392
Рего (Regaud) 243, 976, 988, 2182
Реденц (Redenz) 539
Рёзе (Rose) 719, 1671
Резек (Rezek) 2131
Рейзингер (Reisinger) 1493
Рейман (Reimann) 229
Рейнерт (Reinert) 78
Рейх (Reich) 1899
Рейхардт (Reichardt) 397
Рейхенов (Reichenow) 1392
Рёкль (Roeckl) 2089
Рёль (Röhl) 1222, 1640
Ремон (Reumont) 1796, 1912
Рётиг (Röthig) 1826, 1830, 2377, 2420,
2425
Ретциус (Retzius) 1701
Рибберт (Ribbert) 688, 770, 1514
Ригеле (Riegele) 2093
Ридберг (Rydberg) 1871
Риккенберг (Rieckenberg) 377
Рингер (Ringer) 119
Рингоф (Rienhoff) 2233
Рио-Хортега (Rio Hortega) 063, 999, 12914
1546—1548, 1550, 1553, 1844, 1857,
1859—1861, 1864, 1866, 2263
Рис (Ries) 147, 754, 920, 956, 1000, 1001,
1026, 1088, 1181, 1189, 1258, 1260, 1263
Рихтер Д. (Richter D.) 1602
Рихтер О. (Richter О.) 1201
Ричарде (Richards) 1521
Ричмен (Richman) 2476
Роджерс (Rogers) 1926 ■
Родино (Rodino) 1840
Родье (Rodier) 118
Розенталь (Rosenthal) 1029
Роллетт (Rollett) 1458, .1699, 1701, 2324
Рольсховен (Roishoven) 877
Роман.(Roman) 757, 799. 4
, Романисцин (Romaniszyn) 539
Романовский Д. Л. 1357

658
Указатель авторов
Ромейс (Romeis) 78, 171, 314, 346, 733,
905, 980, 1040, 1041, 1044, 1048, 1095,
1104,1127, 1185, 1561, 1585, 1586, 2194,
2198, 2204—2209
Poop К. (Rohr К.) 1422, 1453
Poop М. (Rohr-M.) 92
Роскин Г. И. 785
Росс (Ross) 1323
Рост (Rost) 650
Росток (Rostock) 121
Рохас (Rojas) 1921
де Pom (de Roche) 792, 2414
Рубашкин В. Я. 557, 983
Рудберг (Rudberg) 2ЫЗ
Руднев М. (Rudneff М.) 280
Руднев В. Г. 230
Ружичка (Ruziöka) 1472
Руккер (Rucker) 2201
Рупприхт (Ruppricht) 1645
Рюитер (Ruyter) 547, 553, 1579
Рюитер (Ruijter) 818
Рютер (Rüter) 779
Савини (Savini) 1381
Саксен (Saxen) 1025, 2368
Салазар (Salazar) 2155, 2199
Санномия (Sannomiya) 342, 1894
Санфеличе (Sanfelice) 944
Сафир (Saphier) 574
Сванк (Swank) 1839
Северингхауз (Severinghaus) 2200
Сейфарз (Seyfarth) 1305
Секи (Seki) 189,197, 223, 227, 231, 399, 454,
457, 466, 597, 633, 648, 799, 986, 993,
998, 1787, 1795, 1845, 1846, 1851, 1872,
'2032
Селле (Seile) 2454
Сениор (Senior) 897
Сент-Джиордьи (Szent-Gyorgyi) 217, 1183,
2317—2319
Серени (Sereni) 701
Сидлецкий (Siedlecki) 2383
Сикора (Sikora) 464
Скелль (Skell) 42, 78
Скотт (Scott) 351, 352, 1198, 1199, 1223
Скрауп (Skraup) 78Z
Слонимский (Slonimski) 1437, 1965, 1966
Смис (Smith L.) 1064, 1086, 1088
Снук (Snook) -786
Соболев Л. В. 696
Соботта (Sobotta) 2461
Стивене (Stevens) 1840
Стовер (Stover) 880
Стокгольм-Боррессен
(Stockholm-Borressen) 1096, 1101
Стоккард (Stockard) 2454
Студничка (StudniSka) 580, 2316
Сугияма (Sugiyama) 754, 799.
Сузуки (Suzuki) 2132
Сук (Suk) 1967
Сцатмари (Szatmari) 1794
Сцомбати (Szombathy) 550
Сцютс (von Szüts) 569
Сьёбринг (Siobring) 202, 264
Сьёвалль (SjövaU) 968, 980, 1018
Таварес де Суэа (Tavares de Sousa) 2199
Тевер (Tehver) 1670
Тагучи (Taguchi) 1978
Таиссен (Thayssen) 1077
Талаев В. И. 862
Талер (Thaler) 801
Тандлер (Tandler) 862, .895, 1983
Тартаковский (Tartakowsky) 1207
Теихман (Teichmann) 1433
Теллезницкий (Tellyesniczky) 196, 201,
202, 204, 222, 236, 237, 244, 283, 304,
317, 348
Тенцер (Tänzer) 1556
Тёрё (Того) 1129
Терни (Terni) 967, 2183
Тилльманнс (Tillmanns) 1692
Тимм (Timm) 1189, 1231
Тирман (Tirmann) 1204
Тишуткин 727
Тис (Thies) 2000
Тогари (Togari) 2447
Тома (Thoma) 1442, 1614
ToMa3e-(de Tomase) 1235
Томита (Tomita) 606
Томэ (Thomee) 876, 877
Тонков В. Н. 720
Тонутти (Tonutti) 1187, 1188
Тотзе (Totze) 2303
Третьяков Д. К. 1672
Трипель (Triepel) 891, 896
Тсйминакис (Tsiminakis) 1746
Тсу-Зонг-Юнг (Tsu-Zong-Yung) 2456
Тюрк (Türck) 1442
Уильяме (Williams) 351
Укай (Ukai) 1899
Ундритц (Undritz) 1306
Унна (Unna) 219, 229, 531, 595, 596, 616,
628, 670, 723, 965, 1290, 1412,1415, 1500,
1501, 1556, 1570, 1571, 1755, 2260, 2261,
2265, 2268, 2269, 2282, 2283, 2289,
2290
Уортин (Warthin) 539
Уотермен (Waterman) 429
Уотила (Uotila) 1193
Утамура (Utamura) 1223, 1224
Уэтт (Houette) 712, 1497, 1711
Уяма (Uyama) 2355
Фаворский Б. А. 1919
Фальк (Falk) 207, 1251
Фалькенберг (Falkenberg) 1205
Фано Да (Fano Da) 1019, 1022, 1026
Фаррант (Farrant) 813
Федоров В. 288, 888
Фейртер (Feyrter) 1898, 2034
Фекс (Fex) 1077
Фёльген (Feulgen) 1233, 1234, 1238, 1239,
1241—1244
Фернер (Ferner) 2231
Феттер (Vetter) 124
Фиг (Fyg) 632, 637, 638, 707, 789, 791, 794
Фиеандт (Fieandt) 562, 1025
Фик (Fick) 2266
Филлотт (Philpott) 201, 305
Фиттинг ("Fitting) 28
Фишёль (Fischel) 754, 788, 1171
Фишер (Fischer) 1904, 1905
Фишер A. (Fischer А.) 198, 200, 283, 592,
603
Фишер A. (Fischer А.) 154, 156, 163, Ш,
181, 782

Указатель авторов
659
Фишер Б. (Fischer В.) 1045, 1566
Фишер Е. (Fischer Е.) 1991—1993
Фишер И. (Fischer J.) 1541 161, 164, 920
Фишер О. (Fischer О.) 565
Фишлер (Fischler) 1068, 2089
Флейш (Fleisch) 124
Флемминг (Flemming) 196, 233, 287, 290,
691, 693, 961, 1666
Флехсиг (Flechsig) 1831
Флеш (Flesch) 1598
Флинзер (Flinser) 1282
Флинт (Flint) 1477, 2002
Фляум (Flaum) 1297
Фогт A. (Vogt АО 150, 2305, 2335
Фогт В. (Vogt W.) 790, 791
Фойт (Voit} 1241
Фолей (Foley) 1813—1815, 1924
Фолькман (von Volkmann) 834, 1125, 1126,
1565, 1654
Фонвиллер (Vonwiller) 150, 489, 490,
760, 787, 799, 1599, 2307
Фони о (Fonio) 1450
Фонтана (Fontana) 1129, 1535
Форель (Forel) 1778
Форсгрен (Forsgren) 2095, 2096
Фосс (Voss) 411, 1234, 1240, 1242, 1243,
1246, 2082
Фотре (Fautrez) 1177
Франке (Franke) 2403
Франкенбергер (Frankehberger) 1225
фраунгофер (Fraunhofer) 4
Фредерик (Frdderic) 1255
Фредериксе (Frederikse) 1511
Фрей-Висслинг (Frey-Wisslinff) 956
Фрейденберг (Freudenberg) 1217
Френкель (Frankel) 2238
Фри (Fry) 437
Фриборн (Freeborn) 1506
Фридеберг (Friedeberg) 1665
Фриденталь. (Friedenthal) 348
Фридлендер (Friedländer) 667
Фрич (Fritsch) 1297
Фробёзе (Froboese) 1045
Фрорип (Froriep) 1723
Функ (Funck) 499
Фурно (Furno) 1372
Фуррер (Furrer) 1669
Фут (Foot) 185, 1529, 1531, 1556
Фэйрчайльд (Fairchild) 361
Хаджиолов (Hadjioloff) 1035, 1049
Хазегава (Hasegawa) 1129
Халатов С. С. 1031
Хаммонд (Hammond) 2456
Харвэрс (Harvarth) 1324
Хеим (Hayem) 1302
Хенс (Напсе) 196, 206, 290, 297, 942
Хёрр (Ноегг) 361, 1056, 1063
Хиксон (Hickson) 948
Хилл (Hill) 2476
Хилларп (Hillarp) 1941, 1945
Хинкус Ф. 1672
Хлопин Н. Г. 164, 166
Холболл (Holboll) 1306
Холт (Holt) 159
Хоуал (Howell) 159
Хржановски (Ghrzanowski) 1281
Хржонщевский (Chrzonszczewsky) 2098
Цах (Zach) 456, 461
Цёбиш (Zöbisch) 1892
Цезарис-Демель (Cesaris-Demel) 759
Цейгер (Zeiger) 104, 189, 190, 191, 199,
219, 223, 254, 273, 283, 595, 597, 606,
754, 912, 914, 920, 1264, 1693, 1763,
2167
Целлер (Zeller) 216
Целлер Г. (Zeller Н.) 815
Ценкер (Zenker) 185, 244, 336
Цернике (Zernicke) 59
Цетреус (Zethraeus) 522
Цеттнов (Zettnow) 45, 97
Циглер Г. (Ziegler Н. Е.) 912
Циглер П. (Ziegler Р.) 1616
Циллиакус (Zilliacus) 1292
Цилль (Zill) 1638
Циль (Ziehl) 1384
Циммерман А. (Zimmermann А.) 92
Циммерман К. (Zimmermann К. W.) 19619
2058, 2063, 2091, 2127
Циркль (Zirkle) 203
Цондек (Zondek) 2452
Чариппер (Charipper) 1289
Чашин С.С. 2097
Чемберс (Chambers) 153, 352, 1259
Чиаччио (Ciaccio) 1082, 1083, 1085
Чопп (Tschopp) 1196, 1199
Шабадаш А. Л. 1094, 1928, 1941, 1942,
1944, 1945, 2085
Шампи (Champy) 283, 298, 972, 2046
Шапер (Schaper) 892
Шарпей (Sharpey) 1649
Шарпф (Scharpff) 2251
Шаррер (Scharrer) 556
Шаудинн (Schaudinn) 330, 1402
Шаффер (Schaffer) 222, 228, 314, 361, 452,
1059, 1411, 1506, 1580, 1587, 1589, 1590f
1594, 1598, 1611, 1613, 1652, 1665, 1669f
1672, 1681, 1689, 1728, 2023, 2057, 21879
2281, 2295
Швальбе (Schwalbe) 1778
Шварц (Schwarz) 635, 1376
Шевремон (Chevremont) 1255
Шейд (Scheid) 1195, 1214
Щёнгеймер (Schönheimer) 795
Шёнфельд (Schönfeld) 199
Шеуринг (Scheuring) 2298
Шеффер Г. (Schaeffer G.) 1031
Шес)фер В. (Scheffer) 92
Шеффлер (Schäffler) 1715
Шиллер (Schiller) 201, 202, 253, 2Щ 272f
342, 348, 723
Шиллинг (Schilling) 490, 1323, 1453, 1599
Шимерт (Schimert) 1843
Шиплей (Shipley) 1608
Шиффердеккер (Schiefferdecker) 389, 150$,
2256
Шлеммер (Schlemmer) 1528
Шмеер (Schmeer) 905
Шмельцер (Schmelzer) 129, 130, 861 f
1204, 1211
Шмидт (Schmidt) 956
Шмидт И. (Schmidt J. Е.) 2072
Шмидт М. (Schmidt М. В.) 795
Шмидт В. (Schmidt V.) 1717
Шмидт В. (Schmidt W.) 2134, 2138
42*

£60
Указатель отпоров
Шмидт В. И. (Schmidt W. Y.) 60—62,
175, 277, 288, 956, 1039, 1141, 1144,1152,
1153, 1591, 1664, 1665, 1667, 1689, 2304
Ймидтман (Schmidtmann) 1153, 1259
минке (Schmincke) 2008
Шморль (Schmorl) 479, 869, 1156, 1632,
* 1643, 1644, 1682
Шнейдер (Schneider) 632, 640
Шоутен (Schouten) 153 -
Шпальтегольц (Spalteholz) 854, 1596
Шпаннер (Spanner) 863, 866, 1946, 1965,
1972, 1977, 1984—1986, 1988
Шпатц (Spatz) 273, 1202, 1435,1738, 1865,
1878'
Шпее (Spee) 426
Шпеман (Spemann) 104, 111
Шпигель (Spiegel). 1562
Шпильмейер (Spielmeyer) 1744, 1745,1825,
1832, 1846, 1847
Щпрёнле (Spröhnle) 1045
Шпулер (Spuler) 327, 328, 336, 420, 421,
645
Шредер (Schroeder) 1833
Шрейбер (Schreiber) 1693
Шридде (Schridde) 247, 1383
Штаде (Stade) 78
Штадтмюллер (Stadtmüller) 1282
Штарке (Starke) 1054
Штауде (Staude) 78
Штеккельмахер (Steckelmacher) 786
Штёкли (Stöckli) 854
Штекховен (Stekhoven) 132
Штёльтпнер Е. (Stöltzner Н.) 202, 329
Штёльтцнер В. (Stöltzner W.) 1222, 1632,
1637
Штеппес (Steppes) 2455
Штёр Э. (Stöhr Ä.) 2031
Штёр И. (Stöhr J.) 1808, 1809, 1895, 1896,
1908, 1914, 2078, 2085, 2297
Штерн С. (Stern S.) 2352
Штерн И. (Stern J. В.) 1851,1871
ДОтиве (Stieve) 333, 347, 482, 483, 905,
913, 961, 1483, 1728, 2148, 2159,
2174
Щтинтцинг (Stintzing) 2061
Щтрассер (Strasser) 886
]Штрассман (Strassmann) 1155
(Птрауб И. (Straub Y.) 930
Штрауб В. (Straub W.) 121
Штраус (Strauss) 1117, 1565
Щтруггер (Strugger) 199, 923, 924, 967,
1033
Штумме (Stumme) 2196
Д1турман (Sturmann) 1736, 1747
Штюбёль (Stübel) 1252, 2140
•Штюлер (Stüler) 1108
Шубеюг (Schuberg) 205, 363, 627, 695,
Шуенинов С. 685, 1430, 1514
Шулеман (Schulemann) 7559 756, 2132
Шультен (Schulten) 1453
Шультц А.. (Schultz А.) 858, 861, 2134,
2138
Шультц-Браунс (Schultz-Brauns) 137, 512,
520, 525, 569, 1189, 1190, 1191, 1197—
1199, 1223
Шультце А. (Schultze А.) 1079
Шультце О. (Schultze О.) 200, 287, 684,
808, 982, 1284, 1657, 1717, 1762, 1793,
1808, 1831, 2146, 2411
Шультце В. (Schultze W. Й.) 1154, 1155
Шульце Ф. (Schulze F. Е.) 280, 2115
Шульце М. (Schulze М.) 280, 1274, 1739
Шульце П. (Schulze Р.) 1120, 1672, 2300
Шульце В. (Schulze W.) 1599
Шуман (Schuhmann) 2457
Шумахер (Schumacher) 82
Шуммер (Schummer) 866, 1965, 1985
Шусцик (Schuscik) 1635
Шуурман (Schuurmann) 132
Шюле (Schule) 1715, 1717
Шюргоф (Schürhoff). 72
Эберт (Eberth) 2116
Эбнер (Ebner) 1612, 1617, 1678, 1689,
1691, 1692, 1700, 1701, 1717
Эвальд А. (Ewald А.) 1272, 1440, 1466,
1467, 1569, 1588
Эвальд О. (Ewald О:) 1567
Эванс (Evans) 2453 •
Эдингер (Edinger) 83, 251, 822, 1822
Эйзенберг (Eisenberg) 1052
Эйнарсон (Einarson) 753, 1749, 1750
Элленбергер (Ellenberger) 2083
Эллерман (Ellermann) 1390, 1395
Эллинтео (Ellinger) 71, 151, 2094, 2119
Эльце (Oelze) 58
Эльшниг (Elschnig) 382
Энгельман (Engelmann) 2351
Энбом (Enbom) 897
Эно (Aynaud М.) 1281
Эрдгейм (Erdheim) 2196
Эрёс (Erös) 1634, 2071
Эрингхауз (Ehringhaus) 92
Эрленмеиер (Erlenmeyer) 381
Эрлих (Ehrlich) 602, 650, 666, 721, 772,
784, 1328, 1373, 1928, 1929, 1941
Эсаки Широ (Esaki Shiro) 186
Эшер (Escberj Щ1, 1054, f055, .1065, 1070
Юнг (Jung) 1838
Якоб (Jacob) 853
Якоби В. (Jacobj) 908
Якоби (Jacoby) 271
Якобе (Jacobs)/202, 968, 1026
Якобшталь (Jacobsthahl) 795
Ялови (Jalowy) 1281, 1537
Янсен (Janssen) 677
Ярви (Järvi) 1026
Яриш (J arisch) 2214
Ясвоин Г. В. 1484
Яффе (Jaffe) 2226.

ПРЕДМЕТНЫЙ
УКАЗАТЕЛЬ
Аббе осветительный аппарата!
t-J пробная пластинка 29
— рисовальный аппарат 82
Абсолютный спирт 380—385
испытание на содержание воды 383,
385
очистка 384
приготовление 381
ь фиксация 220
Абсорбции исследование 919
Автоклав 156
Автоматическая обработка препаратов
2475
Агаровый раствор для клеток крови 1309,
1310
Агдура модификация метода Билыповского
1792
Адамса фиксация, прижизненное
окрашивание 793
Аджективная окраска 605
а-Железы 2294
Азановая окраска 1489
Азокармин 1489
Азокармин Пачини 1504
Аэокислота 1740
Азотная кислота для декальцинации,
водная 1613
- спиртовая 1614
----с флороглюцином 1614
формалином 1614
фиксации 320
----нейрофибрилл 1782
эмбрионов 2436
Азотная кислота—азотнокислое серебро
2442
как средство мацерации 2123
разведение и содержание химически
чистой кислоты 1613
Азотнокислого серебра аммиачный
раствор, см. Аммиачный раствор
азотнокислого серебра
Азотнокислое серебро для выявления
витамина С 1184
окраски легких 2116
Азотнокислое серебро—желатина 1963
Азотнокислый уран 1020
Азофлоксин 664, 1498
Азофуксин 2270
Азуровые гранулы 1357
— осадки 1370
Аэур—танниновый метод Герксгеймера
Аэур П—эозин, окраска мазков 1357—1368
Азур П—эозин, окраска срезов 1396
Акросома, спермий 218Ö Г
Ализарин-виридин 746
Ализарин для окраски кости 796,1601,1602
прижизненной окраски нервов 788,789
Алиэарин—толуидиновый синий 1596 ""
Ализариновый бордовый 743
— красный 746
— спирт 1596
Ализариносульфакислый натрий 796, 996
Аливарин-цианин 738
Ализарин-цианин-^кислотный фуксин—пи-»
криновая кислота 747
Аллена Е. метод фиксации 310,. 2175
Аллилизопропилбарбитуррвокислый ди-
этиламин 109
Аллохромазия 603
Аллофоры 1147
Алмазный карандаш 528
Альбумин сывороточный, наклеивание 543
Альвеолярные фагоциты 2114
Альвеолярный эпителий легкого 2113—1
2116
Альдаминовая реакция 1167—1170
Альдамины 1167
Альтмана метод высушивания 350
выявления межгранулярной сети
964
окраски митохондриев 991
модификация Коудри 995
Кулля 994
Метцнера 2020
, Секи 993
фиксации 974
— парафиновая смесь 427
— техника замораживания 350'
Альфиери метод отбеливания 1121
Альцгеймера окраска амебоидных глиаль-*
ных клеток 1877
кислотным фуксином—световым зё-*
леным 1758
Алюминиевое предметное стекло 940
Амакриновые клетки сетчатки 2355
Аманна жидкость для заключения мате^
риала 810
Амебоидные глиальные клетки 1877
Амилнитрит 1973 ~"
Амилоид 1572
— выявление иодом 1573
конго красным 1575
метиловым синим 1574
трипановым синим 1575
— прижизненное окрашивание 797'

«62
Предметный указатель
Аминогруппа в красителе 599
Амиачного серебра раствор по Агдуру 1792
— Билыповскому для
соединительной ткани 1527
Гёмёри 1535
Девенпорту 1922
— Девидсону 1536
Дейку ну 1528
— Кахалю 1854
Куби 1536
— Лягессу 1538
Лобо 1811
. Пердрау 1883
Рио-Хортега 1551
Шлеммеру 1528
Шультце О.—Гросу 1793
Фонтана 1129
Футу 1555
Аммиачный кармин для отростков гангли-
озных клеток 1778
s по Бесту 1103
— раствор азотнокислого серебра 1527
— для выявления извести 1637—
1639
*— кальция 1222
*— .импрегнации, см. Методы
импрегнации серебром
Аммоний пикриновокислый 626,1939, 1940
<— роданистый 1945
>— сернистый, см. Сернистый аммоний
— углекислый 1694
Аммония бихромат, см: Бихромат аммония
— пикрат, см. Аммоний пикриновокислый
Амниотическая жидкость 117
Амфотерные красители 599
Амфофилия 602
Анализатор 60
Анатомические препараты, консервация
858—865
Анизоль 26, 2038
Анизотропия 60
Анилин 390, 415
Анилиновая вода 617
Анилиновая вода—генциановый
фиолетовый по Граму 703
Анилиновая вода—кислотный фуксин по
Альтману 992 v
Анилиновая вода—кристаллический
фиолетовый, митохондрии 996
Анилиновая вода—метиловый фиолетовый
по Вейгерту 1426
* по Кромайеру 2264
Анилиновая вода—сафранин 694
Анилиновое масло 415
Анилиновое масло—ксилол по Бенеке 1428
— по Вейгерту 1424
Анилиновый синий i486
для шлифов кости 1668
Анилиновый синий—кислотный фуксин—
. щавелевая кислота 1684
Анилиновый
синий—оранжевый—кислотный фуксин по Маллори 1486
« модификация Мак-
Гилла 1487
* ' М. Гейденгайна
1489
Аничкова метод наклеивания срезов 558,
.568
Антиформин 214, 869
Антраценовый желтый 1629
— синий 732, 741
по Криспин-Экснеру 1751
Эинарсону 1750
Антраценовый синий—сернокислый
алюминий—хромовые квасцы 1750
Апати гумми-сироп 812
— масло—желатина 468
— масло—целлоидин 460
— масляная смесь 460
— метод заливки в желатину 468
в парафин 391, 419, 422
в целлоидин 450
в целлоидин—парафин 464
волочения 1783
надписывания предметных стекол
529
наклеивания 546
— смесь гвоздичное масло—целлоидин 486
сулема—спирт 330
Апертура 8, 15, 16, 21, 34
Апланатический конденсор 35
Апокриновые железы 2293, 2294
Апохроматы 12,
Аппарат Гольджи, см. Гольджи аппарат
— Гольджи—Реццонико 1921
— для вальцовки восковых пластин Бер-
нера 887
Штрассера 886
инъекций 1970
ориентировки, микротом 495
Аппарат для подсчета кровяных телец 1442
Метца 1449
Тома—Цейсса 1442
Аптечная соляная кислота 638
Аргентаффинность 1129
Аргентофильные клетки, надпочечник 2219
поджелудочная железа 2231
Аргирофилия 1129, 1131
Ареолярная ткань 1459
Ареометр 376
Арканзасский масляный камень 135
Арнольда Е. прижизненная окраска яиц
2464
Арнольда И. метод исследования клеток
крови 1301
Артерии 1954
Артериовенозные анастомозы 1958
Артефакты, прижизненное наблюдение 914
— фиксация 191
Артома метод фиксации 2384
Асептика в культурах тканей 155,156
Ascaris megalocepnala 2378
Ассмана окраска крови 1366
Асфальт, примесь парафина 428
Асфальтовый лак 821
Атрактосомы 2038, 2187
— окраска по Клара 2038
— — по Шафферу 2187
Атропин 2016
Ауранция—кислотный фуксин—толуиди-
новый синий, митохондрии 994
Ауранция—эозин—индулин, кровь 1372
Aurum chloratum f lavum 1784
Аутогенная плазма 166
Аутотехникон 2475
Ауэрбаховское сплетение 2085
Ахроматиновые структуры клетки,
прижизненное наблюдение 957
\

Предметный указатель
663
Ахроматический конденсор 35
— фильтр 44
Ахроматы 12
Ацетальфосфатиды 1241
Ацетат калия, см. Уксуснокислый калий
Ацетат магния—формалин 268
Ацетон 216, 217
— дифференцировка 1401
— обезвоживание 835
срезов 835
— обнаружение в метиловом спирте 1326
— отношение к промежуточным жидкостям
390
— очистка 217
— фиксация препаратов крови 1325
тканей 216
Ацетон—ксилол по Гимза 1401
Ацетон—ледяная уксусная
кислота—формалин—сулема 2317
Ацетон—метил еновый синий—эритрозин,
тельца Ниссля 1753
Ацетон—парафин 216
Ацетон—хлороформ 103
Ацетон—целлулоид, окантовка 817
Ацетон—шарлах R 1046
Ацидофилия 602
Ацидофильные грануляции в клетках
крови 1372—1380
гипофиза 2194, 2195
— надпочечников 2222
Ачукарро метод серебрения с таннином
1543, 1544
модификации Рио-Хортега
1546—1552, 1859
модификация Кларфельда
1-545
Бабеса раствор сафранина 694
Базальная исчерченность 2043
Базально-зернистые клетки 2067, 2071—
2077
окраска 207$, 2076
свежий препарат 2071 *
серебряная реакция 2077
фиксация 2072—2074
Базальные клетки, железы 2044
Базипластин 724
Базофилия 602
Базофильная точечность, эритроциты 1306,
1376
Базофильные клетки гипофиза 2196—
2201
Бактериальный фильтр 125
Балинта буферная смесь 1343, 1368
Бальзам желатиновый, см. Желатиновый
бальзам
— канадский, см. Канадский бальзам
— склянка для хранения 839
Барабан вращающийся 195, 452
Барий сернистый 113
— хлористый 1947
Баритовая вода, действие на
соединительную ткань 1458
Бария бихромат 248
Бартельса метод инъекций лимфатических
сосудов 1989
Баумановские диски 1699
Баутцмана метод удаления яйцевых
оболочек 2410
Баутцмана модификация окраски
пикриновым синечерным 2416
Бауэра Г. окраска гликогена 1104
ядер 1238
Бауэра К. Ф. метод культуры тканей 169,
176, 184
окраска глии 1876
— пиридин—целлоидин 459
«Бегство гликогена от спирта» 1090, 1093
Безмякотные нервные волокна 1884, 1886
Безъядерные пластинки, легкие 2115, 2116
Бекке линия 801
Белковые железы 2039 г
— кристаллы, семенники 2185
— реакции 1247—1Р51
- ксантопротеиновая 1247
Миллонова 1248
нингидриновая 1249
Беллинга метод окраски уксуснокислым
кармином 927
• Белок для наклеивания срезов 541
- инъекций 1978
— как дополнительная жидкость 117
— при фиксации 198
Белок—глицерин 542
Белок—тушь для надписывания стекол 529
Белые кровяные тельца 1309—1313
подсчет 1446
— мускулы 1702
— надписи 528
Беляра метод заливки 2387
Бёмера гематоксилин 1632
Бёмига раствор желатины 470
Бенгольда окраска амилоида 1575
Бенда окраска митохондриев 996
— — мякотных оболочек 1832
сафранином—световым зеленым 952
— фиксация митохондриев 970
Бензидин 1171, 1378, 1436
Бензидин—перекись водорода 1966
Бензидин-пероксидазная реакция 1171,
1378
Бензилбензоат 390, 398, 854
Бензиловый спирт 390, 848
Бензин 390
Бензоил-пероксид, восстановление сЦособ-
ности к окрашиванию 630
Бензойнокислый бензил (=бензилбензоат)
398
— метил(=метилбензоат) 392
Бензол, отношение к промежуточным
жидкостям' 390
— очистка 403
— проба 402
— пропитывание объектов 400
Бензо-световой бордо 676, 1507
Бенсли метод прижизненной окраски
островков Лангерганса 2224
— окраска митохондриев 995
— фиксация митохондриев 973
Бенсли—Герша миллонов реактив 1248
Берблингера окраска гипофиза 2197
Берга метод дифференцировки при
импрегнации серебром 1539
— нингидриновая реакция 1249
Бергамотное масло 390, 414, 415
Беременности продолжительность 2459
Берлинская лазурь для инъекций желчных.
капилляров 2097

664
Предметный указатель
Берлинская лазурь для инъекций
кровеносных сосудов 1982
— — лимфатических сосудов 1989
Берлинской лазури реакция, выявление
железа 1205
Бернауэра поляризационный фильтр 61
Беста окраска гликогена 1102
Бесцветный янтарный лак 816
Бесцветный янтарный лак—цинковые
белила 816
Бете метод выявления нейрофибрилл
периферических нервов 1902
< центральной нервной системы
1 1782
фиксации прижизненной окраски
метил еновым синим 1936,1938
Бехера Г. метод выявления канальцев
вдуванием воздуха 1991
плазмалевая реакция 1245
Бехера С. методы окраски 731—752
Билыповского метод для соединительной •
ткани 1525—1530
— дифференцировка 1539
: —. модификации Фута 1531
модификация Вильдера
1536, 1537
Гёмёри 1533—1535
Папа 1532
серебрения нейроглии 1873
'— нейрофибрилл периферических
нервов 1909
серебрения нейрофибрилл
периферических нервов, модификация Буке
1912
Ремон—Лермитта
1912
центральной нервной системы
1786
модификация Агду-
ра 1792
, Грос—Шультце
1793
• — Ремон—Лермитта
1796
— — — — — с пиридином
1788—1790
нервных окончаний 1911
, Билыповского—Мареша метод
импрегнации 1518
Бинокулярная лупа 3
— лобная лупа Гесса 3
— телескопическая лупа 80
— тубусная насадка 72, 73
Бинокулярный микроскоп 79, 81
Бионди метод импрегнации золотом,
соединительная ткань 1882
Бионди—Эрлиха метиловый зеленый—
оранжевый—кислотный фуксин 721, 722
Бисмарк коричневый 700
Bitukni 72
Bitumi 72
Бихромат аммония, протрава для глии 1828
средство изоляции 1275
Бихромат аммония—фтористый хром по
Вастарини-Крези 1828
Бихромат бария 248
— калия 234—252
в смесях, бихромат калия—ледяная
уксусная кислота 236
Бихромат калия в смесях, бихромат
калия—молибденовокислый
аммоний—ледяная уксусная кислота 791
Бихромат калия в смесях, бихромат калия—
осмиевая кислота 974
бихромат калия—осмиевая
кислота—азотная кислота 2021
бихромат калия—серная
кислота (очистка стекол) 97, 126
бихромат калия—сернокислый
натрий 244
бихромат калия—сулема-
формалин—осмиевая кислота по Лев»
Ывг
бихромат калия—трихлорук-
сусная кислота—ацетат урана 2348
бихромат калия—формалин
по Копшу 243, 976
по Рего 243, Ü7&
. бихромат калия—формалин-
ледяная уксусная кислота 238
по Витт-
мааку 2362, 2365
Гельду
240
■ Коль-
меру 241
Рего
2182
Чиач-
чио 1082
бихромат калия—формалин—
муравьиная кислота по Чиаччио 1082
бихромат калия—фтористый
хром, протрава для мякотных оболочек
1822
бихромат калия—хромовые
квасцы—формалин, митохондрии 977
для изоляции ганглиозных клеток
1739
Бихромат калия—желатина, окантовка
818
— кальция, фиксация 248
— меди, фиксация 248
— серебра 2102
Бихромат—серная кислота 97
Биццоцеро окраска мазков 937
Блюма фиксация формалином 265
Бовери фиксирующая смесь 2381
Бодиана метод серебрения 1816
Бойтендайка потенциометрический метод
определения концентрации водородных
ионов 1262
Бокаловидные клетки 2069
Боковое освещение 32, 33
Больцека смесь 306
Боннера раствор 1155
Боратный буфер 807 •
и глицерин—желатина 807
Борберга фиксация надпочечников 2213
Бордо R 2282, 2283
Бордо—гемалаун 2282
Борна метод пластиночного моделирования
878
— нагревательный столик 538
Борный кармин водный 634
спиртовый 634
Борный кармин—желатина 1981
Борный кармин—лионский синий 719

Предметный указатель
Борный кармин—световой зеленый 950
Борный кармин—пикриновая кислота 713
310
Бразилии 948
Брандта сетка 1442
Браунмюля Ф. метод серебрения 1880
Бресслау опаловый синий 2167
Бритва 134—136
— безопасная 134
— двойной нож 136
— плосковогнутая 135
— резка 134
— точка и правка 135
Бромистоводородная кислота 1852
Бромистый аммоний 1849
— магний 1944
Бром—формалин по Кахалю 1849, 1854,
1855
Бруннера железы 2078
Брунсвика метод обнаружения гистидина
1253
Брыжжейка 1280
Бузина для препаратов крови 1301
резки объекта 134, 144
добывание 134
Буке метод выявления нервных окончаний
1912
Буковый креозот 1858
Бумага полюсная 41
— промокательная для реконструкции 897
Бура—железосинеродистый калий, раствор
1822
Бургдорфа окраска гипофиза 2197
Бутиловый спирт 358 '
и целлоидин 387
отношение к промежуточным
жидкостям 390
Буферные смеси для тканевой нади-реакции
1U9
по Б алии ту 1343
Вейзе 1344
Гадену 1341
Греффу 1159
Коллье 1342
Михаэлису 1264,1265
Моммзену 1345
i Пишингеру 1264, 1265
Флейшу—Веттеру 124
Шабадашу 1944
Буферный раствор для фиксации 203
Буэна метод заливки в целлоидин 306
— фиксирующая смесь 305
модификация Аллена 310
г — — Голланда 309
Дюбоск-Бразиля 308
— Краллингера 943
Ланжерона 307
Быстрый диагноз, фиксация материала 216,
357
по Вальцу 270
Бэрка фиксация 267
Бюбенета модификация метода Гольджи
1773
Вагинальные мазки 2446—2456
Вакуом 1005, 1006
Валлярта кислотный фуксин—суконный
прочный жёлтый 712
— метод импрегнации нервов 1913
665
Валлярта трехцветная окраска 1497
Вальраффа окраска толупдпновым синим
2199
— плазмалевая реакция 1243, 1246
Вальтера окраска 1502
Ванадиевый гематоксилин 688
Ван-Гехухтена смесь 226
Ван-Гизона окраска 708
модификация Вейгерта 708
Ганзена 709 ^
Домагка 710
Куртиса 708
Ванночка для окрашивания Гимза 1346
Матиса 582
Вата коллодиевая 443
Вахенфельдта шпатель 893
Введение витальных красителей 759
Вейгерта бихромат калия—хром фтористый
1822
— бура—железосинеродистый калий 1822
— железный гематоксилин для окраски
мякотных оболочек 1822, 1824
ядер 677
— литиевый гематоксилин для окраски
мякотных оболочек 1824
— метод наклеивания целлоидиновых
срезов 565
окраски мякотных оболочек 1820— -
1824
нейроглин 1845
фибрина 1424
эластина 1560
— модификация окраски Ван-Гизона 708
— протрава для мякотных оболочек 1822
нейроглии 1822
Вейгерта резорцин^фуксин 1560
— хромоген—муравьиная кислота 1845
Вейденрейха анилиновый
синий—кислотный фуксин—щавелевая кислота 1684
— фиксация крови 1330
Вейзе буферная смесь 1344
Вейсшеделя—Юнга методы нормальной и
быстрой заливки 1839
Венецианский скипидар 139
Венецианское мыло 1743
Вератти метод отбеливания 1121
Веретена нити 957, 958, 960, 961
Веретеновидные клетки (кровь) 1384
Берне плазмалевая реакция 1245
Вернера наблюдения над действием
фиксации 204, 210
— тест-объект 189
— фиксация внутреннего уха 2362
путем промывания 212
Вероцаи метод окраски соединительной
ткани 1515
удаления осадков формалина 274
Вертикальный иллюминатор 63
Верцберга смесь паров 1329
Визеля окраска толуидиновым синим 2217
Вильдера метод импрегнации
соединительной ткани 1536
Впндау дигитонпновая реакция 1080
Виноградный сахар для окраски нервов
1944
Винтергреновое масло 854
Винт микрометрический микроскопа 10
микротома 496
Винтовой окуляр-микрометр 88

666 Предметный указатель
Висмута выявление 1230
Височная кость, декальцинация 2362
ориентировка 2360
распил 2361
фиксация. 2362
Витальная окраска, см. Прижизненная
окраска
Витальный алый VIII 1830
Витамин А, выявление 1182,1188
— Bt 1188
— В2 1188
— С 1183
выявление по Бурну 1186
Жиру и Леблону 1184—1186
- Тонутти и Е. Плате 1187
Виттмаака метод для органа слуха 2365
Вкусовые нервы 2049
—• почки 2048
Влагалище 2161
Влажная камера 142
нагревающаяся по Петерфи 175
Влияние паров на живые клетки 917
Внутриклеточная нейрофибриллярная сеть
1781
Внутрисердечная нервная система 1953
Вогнутое эеркало 6
Вода баритовая 1458
— дважды дестиллированная 1521
— дестиллированная, проба ее при
окрашивании крови 1337—1339
при серебрении 1621
— диоксисернистая 1235
— для раствора Гимза 1337—1345
— жавелевая, см. Жавелевая вода
— тимоловая 472
—• хлорная, отбеливание 1119
Водная иммерсия 28
Водный голубой—орсеин по Унна 1500
Водный голубой—орсеин—эозин 1290
Водный
голубой—орсеин—эозин—кислотный фуксин 1499
Водород роданистый 1210
Водорода перекись, см. Перекись водорода
Водородных ионов концентрация 1258—
1263
при окраске нервов 1944
Воздухом наполнение для выявления
сосудов и других полостей 1990—1993
Возраста определение у человеческих
эмбрионов 2469
Волокна ганглиозных клеток 1780—1819
— дентина 1683
— кости 1648, 1649
— мышц 1690—17.20
— нервов 1780—1819
— решетчатые, см. Решетчатые волокна
Волокна соединительной ткани 1486—1575
— хряща 1591
— эпителия 1290, 1291, 2259
Волокно нервное, см. Нервные волокна
Волосы 2277—2286
— развитие 2278
Волосяная петля 132
Волосяной шпатель 132
Вольтерра метод импрегнации серебром
с таннином" 1549
Вольтерса окраска мякотных оболочек 1827
Вольф-Гейдеггера метод фиксации тонкой
кишки 2065
Воронина осмиевая кислота—таннин 1288
Ворсинки 2045
— сухой препарат 867
Ворчестера фиксатор 334
Воск для окантовки 820
реконструкции 888
— клеюший 139
— лавровый 429
Воск—парафин 427
Восковые ножки при покрывании нежных
объектов 139—141
— пластины 886
Восстановление способности препаратов
к окрашиванию 630
Вастарини-Крези окраска мякотных
оболочек 1828
Вращающийся барабан 195-, 452
Время спаривания, амфибии 2403
рептилии 2419
Встряхивания метод 1999
Вторичная флуоресценция 70
Вторичный фосфат натрия 1159,1577
Вуда фильтр 68
Вульфа колориметр 1339
Высушенный слой красителя, суправиталь-
ная окраска крови 1303
Высушивания на холоду метод Альтмана
350
модификация Гакманна 352
Герша 351
Высыхание объекта в парафине 420
Вязкость и скорость диффузии 197
Гаазе правило 2469
Гадена буферная смесь 1341
Галактоген 1104
Галактолипоиды 1734
Галламиновый синий 732, 736
Галлеин 1626
Галлеин—хлористый алюминий 1626
Галловая кислота—формалин 1220
Галлоцианин 732, 734, 735
— окраска тигроида по Эйнарсону 1749
Гамбургера инъекционная масса 1978
Гаммара метод исследования вил очковой
железы 2244~
подсчета 904
Гамперля метод выявления главных
клеток желудка 2060
Ганглии симпатические 1802, 1808, 1811
и спинальные 1737
Ганглиозные клетки,выявление органоидов
аппарата Гольджи 1760
митохондриев 1756—1759
нейросом 1756
нейрофибрилл 1780
отростков 1762—1779
структуры ядра 1741
субстанции Ниссля 1742—1755
— тигроидного вещества 1742—
1755
по Агдуру 1792
Альцгеймеру 1758
Апати 1784, 1785
Баксиху 1818
Бете 1782
Бете—Флюкку 1755
Бильшовскому 1786—1792
Бодиану 1816

Предметный указатель
667
Ганглиозные клетки, выявление по Бюбе-
нету 1773
Гельду 1763, 1769
Герлаху 1778
Гольджи 1764—1770
Грос—Шультце 1793
• Донаджо 1781
Каллиусу 1776
Кахалю, аппарат Гольджи
1761
модификация метода
Гольджи 1769
нейрофибриллы 1797—
1806
— Коксу 1774
— Котлу 1772
Корнингу 1776
Коудри 1769
Крини де 1777
Криспин-Экснеру 1761
Ландау 1796
Майеру П. 1752
Меннеру 1740 \
Нисслю 1742
Пишингеру 1748
Рансону 1812
Сцатмари 1794
Фолею 1813
Форелю 1778
Штурману 1747
Шультце О. 1808
_ Эйнарсону 1749
реактивами, азокислота 1740
аммиачный кармин 1778
антраценовый синий 1750,
1751
бихромат калия—нитрат
серебра 1770, 1771
бихромат калия—осмиевая
кислота—нитрат серебра 1772
бихромат калия—сулема 177£
бихромат калия—формалин—
нитрат серебра 1772
—1748 буферный красящий раствор
— таллоцианин 1749
Ганглиозные клетки, выявление
реактивами, золочение предварительное и
последующее 1784 "
кислотный фуксин—световой
зеленый 1758
метиленовый
синий—буферный раствор 1748
метиленовый синий—мыльный
раствор 1742, 1743
молибденовокислый аммоний
1780, 1781
молибденовокислый аммоний—
толуидиновый синий 1782
— — — — му р авьинокислый свинец
1776
пиридин—серебро 1790—1792
пиронин—виннокаменная
кислота 1752
раствор азотнокислого серебра
1786—1819
тионин—виннокаменная
кислота 1752
толуидиновый синий 1744
Ганглиозные клетки, выявление
реактивами, уксуснокислый свинец 1775
хлорное золото—сулема 1777
эритрозин—метиленовый
синий 1753
импрегнация металлами 1762—1777
прижизненная окраска 1738
суправитальная окраска 1779
Ганзена железный триоксигематеин 681
— квасцовый гематоксилин 669-
— метод выявления хряща 1691
— молибдат гематеина 687
— окраска соединительной ткани 709
— пикрофуксин 709
— созревание гематоксилина 669
Гардера железы 2358
Гаскелла заливка в желатину 469
Гауга флороглюцин—азотная кислота 1614
Гвоздичное масло, см. Масло гвоздичное
Геггквиста гематоксилин 682
Гейденгайна М. азановая окраска 1489
- азокармин 1489
ванадиевый гематоксилин 688
железный гематоксилин 672
окраска тиазиновым красным 1509
пикриновый сине-черный 1505
смесь «Суз а» 344
«Субтриэ» 345
сулема—формалин 332
тиазиновый красный—тионин 1709
фиксирующая смесь 332, 334
хромотроп 1507
Гейденгайна Р. гематоксилин 683
Гейдерманнса метод обнаружения
хлопьевидного фосфата 1641
Гейтлера фиксация мазков 932
Гейтца метод кипячения 928
- ядерной окраски раздавленного
препарата 938
— модификация жидкости Флемминга 1238
— уксуснокислый кармин 927
Гелей метод выявления гликогена 1106
Гелли жидкость 337
Гельда молибденовый гематоксилин 686
— окраска глии 1875
гранул ганглиозных клеток 1753,
1759
— фиксирующая смесь 240
Гемалаун 650—659
— кислый Майера П. 651
Гемалаун—азофлоксин 664
Гемалаун—индиго-кармин 714
Гемалаун—маджента красный — световой
зеленый 2040
Гемалаун—метаниловый желтый—муци-
кармин 2027
Гемалаун—эозин 659
Гемалаун—эозин—оранжевый 661
Гемалаун—эритрозин—шафран 711
Гемалаун—ядерный прочный красный 663
Гематеин 647—649
Гематоидина кристаллы 1109, 1114, 1123,
1434
Гематоксилин 646
— железный, см. Железный
гематоксилин
— изоэлектрическая точка 648
— по Апати 667
Бёмеру 667

608
Предметный указатель
Гематоксилин по Вейгерту для окраски
мякотных оболочек 1822
— ^ ядер 677
—' литиевый 1824
• Ганзену гематеин молибденовокис-
лый 687
квасцовый 669
триоксигематеин железный 681
Гаррису 2081
Геггквисту 682
Гейденгайну М. 672—676 .
Гейденгайну Р. 683
Гельду 686,1875
Делафильду 668
Клара 688
Кульчицкому 1825
Гематоксилин по Майеру П., гемалаун
651—658
мукгематеин 2028
Маллори 685, 1511
Птю 1826
Рего 988
Секи 986
Унна 670
Фридлендеру 667
Шуенинову 1514
Шультце О. 684
--Эрлиху 666
Гематоксилин—азофлоксин 644
Гематоксилин—бензо-световой бордо 676
Гематоксилин—индиго-кармин 714
Гематоксилин—кармин Беста—ауранция
2059
Гематоксилин—кислотный фуксин 707—709
Гематоксилин—кислотный-
фуксин—оранжевый—световой зеленый 1494
Гематоксилин—кислотный
фуксин—суконный прочный желтый 712
Гематоксилин—конго красный 1575, 2061
Гематоксилин—ледяная уксусная кислота
666
Гематоксилин—оранжевый G 665, 676
Гематоксилин—орсеин 1559
Гематоксилин—пикриновая кислота—тиа-
зиновый красный 710
Гематоксилин—пунцовый S 708
Гематоксилин—резорцин — фуксин —
пикриновая кислота—тиазиновый красный
1563
Гематоксилин—резорцин—фуксин—пикро-
фуксин 1563
Гематоксилин—световой зеленый 676
Гематоксилин—тиазиновый красный 707,
710, 1509
Гематоксилин—фуксин по Ван-Гизону 708
Гематоксилин—Ауксин по Вейгерту 708
Гематоксилин—фуксин по Ганзену 709
Гематоксилин—фуксин по Куртису 708
Гематоксилин—фуксин S — пикриновая
кислота 707
Гематоксилин—эозин 660
Гематоксилин—эозин—оранжевый 661
Гематоксилин—эритрозин 660
Гематоксилин—ядерный прочный красный
663
Гёмёри метод импрегнации соединительной
ткани 1533
обнаружения извести 1639
Гемина кристаллы 1433 - ■-
Гемоглобин 1436
— окраска по Лепене 1436 ,
Слонимскому 1437
— фиксация 1393
Гемолимфа 161
Гемолимфатические железы 1995
Гемосидерин 1109, 1114, 1435
— обнаружение 1435
Гемостикс 169
Гемофусцин 1137
Генле петля 2120
Генциановый фиолетовый 702
— — для хромосом 937
по Гейтлеру 937
Эвальду 1569
Генциановый фиолетовый—анилиновая
вода по Вейгерту 1424
— Граму 708
Генциановый фиолетовый—оранжевый,
волокна эпителия 1289
по Бенсли 2228
Генциановый фиолетовый—сафранин—
оранжевый по Флеммингу 961
Гепарин 159, 410
Гепариновый метод получения плазмы по
Крациуну 159
Гёпке метод заливки в цел одаль 480
Герапатитовый фильтр 61
Гербста тельца 2297
Геринга метод заливки в желатину 471
Герксгеймера окраска, азур—эозин—тан-
нин 2291
алым R 1046
фибрилл эпителия 2264
Герлаха карминовый метод 1778
Германа фиксирующая смесь 293
Герота масса для инъекций лимфатических
сосудов 1989
Гесса лупа 3
Гетерогенная кровяная плазма 166
Гиалиновый хрящ 1576—1594
Гидрозингидрат 62
Гидроксильная группа 599
Гидротропные растворы 1049
Гидрохинон 1776, 1798, 1799, 1808, 1816
— раствор по Шультце О. 1808
Гимза быстрый метод окраски 1363
— ванночка для окраски 1346
—» окраска мазков 1357—1363
Гимза окраска мазков для хромосом 937
общее 1336—1340
срезов 1401, 1402
— раствор для фиксации окраски 1363
приготовление 1359
разведение 1358, 1340
Гимза раствор—таннин 2291
Гипосульфит для удаления иода 328
-= серебра 1539
— после импрегнации металлом 1525
— раствор 0,1 н. 785
Гипофиз 2193—2209
— окраска по Берблингеру и Бургдорфу
2197
Вальраффу 2199
Кливеленду, Рукеру и Вольфу
2201
- Кону 2209
Краусу 2195, 2202
: Мауреру и Леви 2203

Предметный указатель
669
Гипофиз окраска по Ромейсу 2198
: Северингхаузу 2200
— . Таварес де Суза 2199
Эргеиму и Штумме 2196
Гипса осадок 312
Гипсовая реакция 1218
Гипсовые пластинки, поляризация 1039
Гирке оксидазная реакция 1155
Гиса метод выявления изолированной
ретикулярной ткани 1998, 1999
Гистидин, выявление 1253
Гистологическая реконструкция ткани 877
Гистоспектрография 1232
Гисто-физико-химические методы 1258—
1266
Гисто-химические методы 1189—1257
Главные клетки желудка 2060
Гладкая мускулатура 1721—1733
изоляция 1722—1726
окрашивание 1729, 1730 /
паралич (сосуды) 1973
фиксация 1733, 2065
Глаз 2305—2358
— исследование живого 2305—2307
фиксированного 2308—2315
— прижизненная окраска 2307
— радужка 2337—2339
— ресничное тело и сосудистая оболочка
2340—2342
— роговица 2320—2335
' — сетчатка 2347—2356
— стекловидное тело 2316—2319
— фиксация целиком 2308—2312
— хрусталик 2343—2346
Глазная линза 11
— микроскопия 150, 2305, 2306
Глазничные железы 2358
Глауберова соль, см. Сернокислый натрий
Глиальные клетки, амебоидные 1877
Гликоген 1089—1108
— выявление по Бауэру Г. 1104
Бесту 1102, 1103
г- и жир, одновременное выявление по
Арндту 1107
Гелей 1106
— йодная реакция по Лангхансу 1099
Нильсену и Оккелю 1101
— фиксация в смеси диоксан—пикриновая
кислота 1092
• — — спирт—пикрат кальция—
монохлоруксусная кислота—формалин
—
спирт—формалин—пикриновая кислота—ледяная уксусная кислота
% 1093
по Бауэру Г. 1092
Жандру 1093
Ней кирху 1091
Пастельсу и Леонару 1092
Шабадашу 1094
Гликогена образование 2096
Гликолстеарат—парафин 430
Гликоля раствор 1159
Глиосомы, выявление 1856
Глицериды 1054, 1055
Глицерин для заключения 802
— отношение к промежуточным жидкостям
390
Глицерин—белок, наклеивание 542
Глицерин—боратный раствор—желатина
807
Глицерин—желатина, заключение 806
заливка 468
наклеивание 549, 550
Глицерин—йодистый цинк 805
Глицерин—пикрат—желатина 1945
Глицерин—хлоралгидрат 805
Глицерин—хлористый кадмий 805
Глицерин—целлоидиновый метод 458
Глицерин—эфир смесь по Унна 1414
Глицериновая смесь для метода Кайзерлин-
га 858
Глия, см. Нейроглия
Глобуса модификация метода Кахаля,
волочение с сулемой 1852
Рио-Хортега 1867
Глотка 2108
Глутатион, выявление 1255
Гмелина реакция, гематоидин, 1136
Голланда жидкость 309
Голодеца метод обнаружения холестерина
1081
Голубь, продолжительность насиживания
2430
Гольджи аппарат 1002—1026
витальное наблюдение 1002
выявление по Аояма 1023
: — Кахалю 1020
Колачеву 1009
Котлу 1008, 1009, 1016 -
Насонову 1009, 1010, 1015
Сьёваллю 1018
да фано Ю22
нервных клеток 1760
— метод серебрения, быстрый 1764
длительный 1770
капилляров внутриклеточных
2063
Гольджи метод серебрения, модификация
Бюбенета 1773
Каллиуса 1776
. Кахаля 1769
Кокса 1774
Копша 1772
Корнинга 1775
Гольдмана окраска липоидов 1381
Гольднера окраска соединительной ткани
1498
Гольмгрена камера 1440
— тучные клетки 1408
— хромотропное вещество 1257
Гольмера метод выявления желчных
капилляров 2104
Гольтфретера модификация раствора Рин-
гера 120
Гольцера метод для волокнистой глии 1848
Гомаль (окуляр) 78
Гоминит 898
Гомогенная масляная иммерсия 21
Гониометрический окуляр 909
Горизонтальные (звездчатые) клетки
сетчатки 2355
Горновского окраска соединительной ткани
1563
«Горное солнце» для расправления срезов
539
Гортань 2108
Граама пероксидазная реакция 1378

670
Предметный указатель
Грама анилиновая вода—генциановый
фиолетовый 703
— раствор йодистого калия 705
Грандри тельца 2297
Граница выявления 1189
— чувствительности 1189
Гранулозы клетки 2154
Гранулоплазма 965
Гранулофилоциты 1306
гс-Гранулы 1899
Гранулы в клетках белковых желез 2039—
2041
гипофиза 2195—2202
— ■ крови 1352,1361, 1362, 1367,1370
базофильная зернистость 1376
а- и ß-грануляции 1372
7-грануляции 1373
й-грануляции 1374
г-грануляции 1376
и допа-реакция 1379
' оксидазная реакция 1377
пероксидазная реакция
1378
мышц 1692, 1695
надпочечников 2222
поджелудочной железы 2040
слизистых желез 2018—2038
нервных волокнах 1899
клетках 1758, 1759
— Метод Альтмана 974, 991
Графическая изоляция по Кащенко 874
— реконструкция 873—877
Гренахера кармин 639
Греффа нади-реакция 1157
Гримировочный лак 821
Гробети окраска островков Лангергаяса
2477
Гросса боратный
раствор—глицерин—-желатина 807
— окраска жира 1047
Гроссера инъекционная масса 1978
Грос—Шультце метод серебрения 1793
модификация Ландау 1796
-----Сцатмари 1794
Грубое движение микроскопа 10
Гуанина^ кристаллы 1150
Гуанофоры 1150—1152
Гульстранда щелевая лампа 2305
Гумми-сироп 812
— по Казаринову 1084
Гюйгенса окуляры 13
Гютера окраска соединительной ткани 1514
Давление осмотическое, фиксация 202
Далия для выявления клеточных связей
2257
окраски гранул тучных клеток 1373
— приясизненная окраска аппарата
Гольджи 1003
эр гас топ л аз мы 1000
Даммарлак 845
Даммаровая смола 845
сгущенная кедровым маслом 1991
Движение активное лейкоцитов 1309
Двойная окраска 607
войное лучепреломление 60, 1039, 1074
— — в цитологии 956
Двойной нож 136
— окуляр 74
Двуокись хлора 2300—2
приготовление 2303
Двуокись хлора—азотная кислота 2301
Двуокись хлора—серная кислота 2301
Двуокись хлора—уксусная кислота 2300
Двупреломляющие липоиды, надпочечники
2221
Двууглекислый натрий, см. Натрия
бикарбонат
Двухлористый палладий 1982
Двухромовокислый калий, см. Калия
бихромат —
Двуядерные клетки, подсчет 908
Девенпорта метод выявления нервов 1992
Дегенерация культуры тканей на
покровном стекле 163
— мякотных волокон 1838—1843
— осевого цилиндра 1883
Дегквитца окраска кровяных платинок
1316
Декалин (декагидронафталин) 390, 399'
Декальцинация в вакууме 1605, 1607:
— зубов 1674
— испытание на кальций 1608
рентгеновскими лучами 1608:
— костей 1604—1622
— общее 1604—1622
— по Александеру 1614
Гаугу 1614
Гейденгайну 1619
Рихману 2476
Циглеру 1616
Шафферу 1613
Эбнеру 1617
— реактивами, азотная кислота 1613
азотная кислота—спирт 1614
азотная кислота—флороглюцин 1614
— — азотная кислота—формалин 1614
жидкость Мюллера 1622
Флемминга 1612
Эбнера 1617
муравьиная кислота 1621
- муравьиная кислота—соляная
кислота смесь 2476
пикриновая кислота 1620
пикриновая кислота—азотная
кислота 313, 1620
сернистая кислота 1615
соляная кислота 1617
соляная кислота—поваренная соль
1617
Декальцинация реактивами,трихлоруксус-
ная кислота 1619
— электролизом 2476
Делафильда гематоксилин 668
— окраска слиэи 2029
Денатурированный спирт 386
Дентин 1682—1684
Депарафинирование 570
Дерма 2287—2298
Дестиллированная вода, буферность 1340—
1345
дестилляция 1521
испытание 1339
нейтрализация 1338
Дестилляционный аппарат Рихарда 1521
Десцеметов эпителий 2322, 2323
Диазосоединения, реакция 1256
Диазиновый зеленый 781

Предметный указатель
671
Диаллилбарбитуровая кислота 108
Диаль 108
иамантфуксил, см. Фуксин
иаминогидроокись серебра 1536
Диаминокарбонатный раствор серебра 1536
Диастола 1947
Диафанол, отбеливание 1120
— размягчение твердых покровов 2300
Диафрагма 7
— коллектора 38
— освещенного поля 38
— револьверная 7
— центральная 51
Диацетин 1047
Диацетин—шарлаховый раствор по
В. Гроссу 1047
Дигамма 1189
Дигитонин 1080
Диксантил-мочевина 1252
Диметилпарафенилендиамин 1155t 1180
Диметилциклогексан 1234
Диоксан 353
— для обезвоживания срезов 836
— отношение к промежуточным жидкостям
390
— ядовитость 354
Диаксановая смесь 357
Диоксан—пикриновая кислота 1092
Диоксисернистая вода 1235
Диоксифенилаланин 1178
Дипольный момент, фиксация 197
Дитриха—Смиса окраска липоидов 1086
Дифференцировка 604
— мякотных волокон 1822
— после гематоксилина квасцами 656
импрегнации серебром 1539
кармина 634
Ди^узии скорость не водных жидкостей
Диффузионная способность фиксирующей
жидкости 193
иффузная окраска 758
йхроизм 62
Диэлектрическая константа и фиксация 197
Диэтилендиоксид, см. Диоксан
Диэтил-сафранин 781
Добелла модификация окраски Манна 729
Догеля фиксация при витальном
окрашивании метиленовым синим 1936
Докраска импрегнированных срезов по
Фолею 1815
Домагка азофлоксин '662, 664
— раствор эозина 660
— тиазиновый красный—пикриновая
кислота 707, 710
— ядерный прочный красный 663
Доминичи окраска 726
модификация Тишуткина 727
Донаджо окраска нейрофибрилл 1781
— первичная дегенерация 1842
Допа-реакция 1178—1180
— по Блоху 1178
Лейдлоу 1179 °
Дополнительная фиксация формалиновых
препаратов 278
Дополнительные жидкости искусственные
118—124
природные 117
Драна диафанол 2301
Драна тетралин 411, 855
Драша «деляминация» 2443
Древесный уксус 970
Дубильная кислота 1543
Йубрауски метод выявления глии 1870
юбо ск-Б разил я фиксирующая смесь 308
Дюбреля фиксация митохондриев 978
Дюрка волокна 1823
Едкий натрий, см. Натрий едкий
Екера метод серебрения 2116
Жаберные пластинки 945
Жавелевая вода для удаления яйцевых
оболочек 2412
приготовление 2412
Жандра йодная реакция 1100
— фиксация гликогена 1093
Жаром фиксация мазков крови 1328
Желатина для инъекций 1979—1984
" наклеивания замороженных срезов
471, 472, 569
парафиновых срезов 549
— целлоидиновых срезов 561
— жидкая 1983
Желатина—глицерин 806
Желатина—кармин 1980
Желатина—киноварь 1984
Желатина—цинковые белила 1984
Желатинизация обратимая 914
Желатиновая заливка по Апати 468
Гаскеллу 469
Греффу 469
Геринга 475
— масса по Спаннеру 1984
Желатиновые пластинки для
реконструкций 897
Желатиновый бальзам 475
— раствор по Геринга 472
Желатины удаление 470, 471, 474
Железа зобная 2240—2244
— поджелудочная, см. Поджелудочная
железа
— щитовидная, см. Щитовидная желез
Железистосинеродистый калий,
обнаружение железа 1205
Железные квасцы 672
— квасцы—кошениль 645, 2417
Железный ализарин—анилин—фуксин по-
Секи 998
Железный ализарин—кристаллический
фиолетовый по Бену а 996, 997
Железный гематоксилин для окрашивания
клеток и ядер 672
: окостенения 1654
— .— по Вейгерту, мякотные оболочки 1822
ядра 677
Ганзену 681
Геггквисту 682
Гейденгайну 672
Рего 988
-Янсену 677
Железный гематоксилин—бензо-световой
бордо 676
Железный гематоксилин—бордо R 1507
Железный гематоксилин—дополнительная
окраска 676
Железный гематоксилин—пикрофуксин 709

Предметнцй указатель
672
Железный
гематоксилин—резорцин—фуксин—пикриновая кислота—тиазиновый
красный 1563
Железный гематоксилин—тиазиновый
красный 710, 1509
Железный гематоксилин—фосфорноволь-
фрамовая кислота 1654
Железо, обнаружение берлинской лазурью
1205
Железо, обнаружение по Виклейну и Фаль-
кенбергу 1205
Коккелю 1210 .
Лизегангу 1206
Макаллуму 1209
Мельтцеру 1213
— ' Окамото 1212
Тартаковскому 1207
Тирману и Шмельцеру 1204
Шмельцеру 1211
Шпатцу 1435
— — роданистым водородом 1210
сернокислым аммонием 1204, 1209
турнбуллевой синью 1204
— устранение 1071
Железо—триоксигематеин 681
Железосинеродистый калий—бура, диффе-
ренцировка 1822
Железосинеродистый калий—карбонат
лития, дифференцировка 1825
Железосинеродистый калий, обнаружение
железа 1204
Железы а 2294
— белковые 2039
— гемолимф атические 1995
— мигательной перепонки лягушки 2012
— подмышечные 2294
— половые, см. Половые железы
— сальные 2292
— слезные 2358
— слизистые 2018
Желтка окраска 2417
— удаление 2398
Желто-зеленый фильтр 45, 49
Желточная оболочка 2434, 2436
Желточное ядро 2152
Желтые клетки, см. Базально-зернистые-
клетки
Желтый фильтр 46, 49
Желудок, виды клеток 2055
— клетки главные 2060
обкладочные 2061
— — поверхностные 2057
— обнаружение хлора 2064
— окраска нейтральным красным 2062
— секреторные капилляры 2063
Желчи образование 2095
Желчные капилляры, выявление методом
инъекций 2097—2101
окраски 2104—2106
прижизненного наблюдения
2094
применения хлористого бария
2095
■* серебрения 2102, 2103
физиологической
самоинъекции 2098 -
- окраска по Бёму 2102
Браусу 2103
----Гольмеру 2104
Желчные капилляры, окраска по Клара
2104, 2106
Краузе 2097
Отами 2105
— Рянвье 2097
Форсгрену 2095
Хржонщевскому 2098
Желчный пузырь 2107
Желчь, действие на кровяные тельца •
1239
— изоляция ретикулярной ткани 1999
Женские половые органы 2143—2162
Живой препарат 146—151
Животный уголь для очистки 98
Жидкие фильтры 44
Жидкий воздух для замораживания 351
Жидкости индифферентные 116
— промежуточные 390
Жидкость амниотическая 117
— для оживления спермиев 2166
— Мюллера, см. Мюллера жидкость
Жильсона жидкость 340
Жир 1027—1073
— и гликоген 1106, 1107
железо 1052
поляризованный свет 1036, 1074
продукты расщепления белка 1251
эластическая ткань 1566
— окраска красителями, ацетон—шарлах
R 1046
диацетин—шарлах 1047
— гидротропные растворы 1049
коллоидный раствор судана 1048
нильский синий сернокислый
1064—1067
осмиевая кислота 1053—1063
синий BZiL 1051
судан III 1045\ 1048, 1049
Жир окраска красителями, судан черный
В 1050
хлорофилл 1052
шарлах R 1046, 1047
— — по Герксгеймеру 1046
Гроссу 1047
Дадди 1045
Домагку 1047
• — Клеебергу 1067
Лизону 1050
Михаэлису 1046
— Ромейсу 1048
. Смис—Дитриху 1086
'• Фишлеру 1052
Хаджиолову 1049
Хёрру 1063
Чиаччио 1082—1085
Штарке 1056
— прижизненная окраска 795,1033—1039
— свежий препарат 1038
— удаление из тканей при замораживании
срезов 517
у— переваривании 1477, 1478
о- — серебрении 1913
— фиксация осмиевой кислотой 10'53—1063
по Чиаччио 1082
формалином 1036
Жирные кислоты, калиевые и натриевые
соли 1064—1073
обнаружение 1068
окраска 2064—1067'

Предметный указатель
673
Жирные кислоты отличие от железа и
извести 1071
Жировая инфильтрация 1028
Жировой хрящ 1593
Жировые вещества 1030
Жиру и Леблона метод выявления
витамина С 1184, 1186
Жиры нейтральные 1064
Жоэля метод наблюдения спермиев 2166
фиксации эйякулята 2172
Жуайе-Лаверня метод обнаружения
витамина А 1182
глутатиона 1255
Заб^ферение дестиллированной воды 1341—
Зажим корковый 583
Заключение в среды, алькарин 852
бензиловыи спирт 848
глицерин 802
глицерин—желатина 806
— —-— глицерин—пикрат—желатина
1945
глицерин—хлористый кадмий 805
гумми-сироп 812
— даммаровая смола 845
желатина 822
желатина—бальзам 575
канадский бальзам 840—843
канифоль 852, 909
кедровое масло 846
лактофенол 809
левулоза 811
невиллит<Ш
Заключение в среды, парафин жидкий 849
салициловокислый бальзам 844
сандарак—диоксан 851
терпинеол 848
терпинеол—канадский бальзам
842
цедакс 837
эупараль 850
— по Коксу 1774
Фарранту 813
— препаратов 800—852
— толстых срезов 852
— шлифов кости 1666
Заливка 388—487
— в воск—парафин 427
гликолстеарат 430
глицерин—целлоидин 458
желатину 467
каучук—парафин 428
масло—целлоидин 460
метанол—целлоидин 457
метилбензоат—парафин 392
парафин 391, 432—441
пиридин—целлоидин 459
целлоидин 442—456
целлоидин—парафин 463
целодаль 480
— по Аллену 415, 2175
Апати, желатина 468
Бауэру 459
Беляру 2388
Вассерману 465
Вольфу 458
Гаскеллу—Греффу 469
Геринга 471
43 в. Ромейс
Заливка по Иордану,
масло—целлоидин 462
Крюгеру 398
Майеру П. 441
Петерсену 2288
Петерфи 392, 440
Прантеру 417
- Пфулю 466
Секи 399, 457, 466
Замазка для стекла 864,865
Замаскированные структуры 191
Замораживание 469, 513, 524
— по Альтману—Гершу 351
Замораживающий микротом 512
— столик тен Ббрге 518
Замороженные срезы 512—525
наклеивание 469, 471, 473, 513, 524
обезжиривание 517
перенос их 471, 516
последующая обработка 589
Заменитель покровных стекол, желатина
822 •
Зарисовка для реконструкции 885
Зародышевый пузырек 2404
Засохшие препараты, восстановление 214
Затвердение парафина 429
Затемнение поля зрения 8, 36, 42
Зачатковый эпителий 2151
Зашивание операционных ран 114
Защитная гильза микротомного ножа 503
Звездчатые клетки печени 2091
Зеерта окраска липоидов 1381
«Зеленый раствор» Гельда 176, 240
Зеленый фильтр 45, 49
Зеркало микроскопа 6
Зернисто-нитчатая субстанция 1305
Зил ера—Гада метод выявления мышечных
веретен 1713
Змей яйца 2420
Зобная железа 2240—2244
Золото, обнаружение 1850
— хлорное, см. Хлорное золото
Золочение, см. Импрегнация золотом
Зрительный нерв 2357
— пурпур 2352
Зубы 1673—1689
— влагалища неймановские 1682
— дентин 1682—1684
— пульпа 1686
— цемент 1685
— эмаль 1674—1681
Иванова метод наклеивания
целлоидиновых срезов 568
Иглы для расщепления препаратов 128
Игольные гребешки для расщепления
препарата 129
Идиосомы 2180
Иеннера окраска крови 1352
Изаминовый синий 769
Избежание слабого спирта 828
Известковая вода, действие на
соединительную ткань 1458
Известковые спикулы 1627
Известь негашеная для обезвоживания 381
— удаление 1071
Измерение микроскопических препаратов
899—909
Измерительная пластинка 84

674
Предметный указатель
Измерительный барабан, микроскоп 10'
— окуляр 54, 56, 84—88
— столик 89
Изображения масштаб 14
. Изобутиловый спирт 358
Изоляции средства 1269—1276
азотная кислота 1647
почки 2123
баритовая вода 1458
бихромат аммония 2125
бихромат калия 1275, 1739
жидкость Мюллера 1275
известковая вода 1458
иод-серум 1274
калий едкий, волосы 2285
— гладкая мускулатура 1724
— . — ногти 2275
эластическая ткань 1466
карбонат аммония 1694
монохромат аммония 2125
мочевина 1465
нейтральный хромовокислый
аммоний 2125
осмиевая кислота 1273
осмиевая кислота, ганглиозные
клетки 1739
эпителий желудка и
кишечника 2056
панкреатин 2256
поваренная соль, кожа 2287
спермин 2168
салициловая кислота 1723
салициловокислый спирт 1698
сериал кисйота 2285
.сернистая кислота, мышцы 1696 .
соляная кислота 2121, 2233
спирт в треть, ганглиозные клетки
1739
гладкая мускулатура 1722
обонятельные клетки 2376
почки 2125
сосуды 1956
хрусталик 2346
эпителий 1270
трипсин 1475
трихлоруксусная кислота 1697
фтористый натрий, гладкая
мускулатура 1726
хрусталик 2346
эпителий 1276
хромовая кислота 1275, 1739
Изоляция зародышевых листков 2443
— клеток эпидермиса 2256
— костных пластинок 1650
телец 1647
— пограничных влагалищ 1647
— спермиев 2168
— эластических волокон 1464, 1465
мембран 1464, 1465
Ивопропиловый спирт 387, 390
Изосафрол 854
Изотонические растворы 116
Изоэлектрическая точка гематоксилина 648
кармина 633
определение 1264
Икра амфибий 2403
— форели 2397
Икрометание амфибий 2403
— миног 2392
Икрометание рыб 2394
Иллюминатор' вертикальный 63
— универсальный 65
Имидогруппа 599
Иммерсионное масло 25
Иммерсионные линзы 21
Иммерсионный конденсор 34
Иммерсия водная 28
— масляная 21 /
— применение 21
Иммерсоль 25
Импрегнация золотом ауэрбаховского
сплетения 2086
витамина *С 1187
ганглиозных клеток 1784
миофибрилл 1701
Импрегнация золотом нервных окончаний
1904—1907
нейроглии 1849
нейрофибрилл 1783, 1784
по Апати 1784
Бионди 1882
Кахалю 1849
де Крини 1777
Л ёвиту—Фишеру 1905
Миллеру 1907
Ранвье 1903
Ролле 1901
предварительная и последующая
роговицы 2331
— — соединительной ткани, центральная
нервная система 1882
сплетения Мейснера 2085
с сулемой по Кахалю 1849
де Крини 1777
г Пенфилду 1853
-Импрегнация серебром, дифференцировка
1539—1541 -
для выявления аппарата Гольджи
1019—1026
ганглиозных клеток 1762—1774
извести 1634—1641
клеточных границ 1280
крестов Ранвье 1893
мочевой кислоты 2139
надпочечников 2219
нейроглии 1854—1873
нейрофибрилл периферической
нервной системы 1909—1927
нервных окончаний 1909—1927
осевого цилиндра 1785—1819
■- — пигмента 1129
роговицы 2328—2330
: — сетчатки 2355
соединительной ткани 1517—
1542
— — — фибрилл стекловидного тела
2318
хлористого натрия 2139
хлора 2064
центральной нервной системы
1785—1819
центросом 1547
эпителиальных волокон 1291
по методу Агдура 1792
Ачукарро 1544
Баксиха 1818
Бауэра 1796

Предметный указатель
Импрегнация серебром по методу Биль-
шовского осевых цилиндров
периферической нервной системы 1909—1912
центральной
нервной системы 1786
соединительной ткани 1626
Бодиана 1816
Буке 1912
Бюбенета 1773
Валлярта 1913
Вил ьд ер а 1536
Вольтерра 1549
Гамперля 1129
Гёмёри, кальций 1639
соединительная ткань
1533
Гертвига 1283
Гольджи 1762—1771
Грос—Шультце О. 1793
Девенпорта 1922
Девидсона 1536
Каллиуса 1776
де Кастро 1689
К ахал я для ганглиозных
клеток 1769, 1797—1806
глии 1854
мозжечка 1798, 1805,
1806
нейроглии 1849
Кахаля для нейрофибрилл
1797—1806
—; осевого цилиндра
1797—1806
периферических нервов
1918
— сетчатки 2355
— — сетчатого аппарата
Гольджи 1019, 1020
нервных клеток
1761
симпатических
ганглиев 1802
Кларфельда 1545
Копша 1772
Косса 1637
Коудри 1807
Краузе К. 1282
Куби 1536
Лаврентьева 1915
Ленгоссека 2319
Лермитта 1796, 1917
Лобо 1811
Лягесса 1537
Массона 1129
Михалика 1925
Огата 2219
Пердрау 1883
Переца 1920
Подградского 1923
Ранвье 1280, 2328, 2376
Рансрна 1812
Ремон—Лермитта 1796, 1912
Рио-Хортега 1546—1554,
1857—1866
Роджерса 1926
Рохаса 1921
Фаворского 1919
да' Фано 1022
Флинзера 1282
675
Импрегнация серебром по методу Фо-
лея 1813
Фонтана 1129
Фута 1555
Шультце, клеточные границы
1284
нервы 1808
предварительная и последующая
1280
с пиридином, см. Пиридин—серебро
таннином, метод Ачукарро 1544
Вольтерра 1549
• Кларфельда 154ß
: Рио-Хортега 1546—1554
фиксацией бромалином 1873
— ураном с серебром по Кахалю 1020 •
формалином по Кахалю 1856
Инволюция вилочковой железы 2243
India rubber 428
Индиго-кармин 714
Индиго-кармин—пикриновая кислота
715—719
Индийский каучук 428
Индикаторов растворы 1259, 1260
Индифферентные дополнительные
жидкости 116—125
искусственные 118—124
природные 117
— красители 599, 600
Инду лин—ауранция—эозин 1372
Инкреторные органы, см. Органы
внутренней секреции
Инкубатор 2427
Инкубация яиц рептилий 2420
Инструменты для серебрения 1285
фиксации сулемой 323
Инфракрасный свет 757
Инъекции, аппарат 1970
— берлинской лаэури 1982
— в желчные капилляры 2097
кишечник 2062
кровеносные сосуды для выявления
нервов 1930—1932, 1941—1944
легкое 2111, 2112
. лимфатические сосуды 1989
узлы 1997
мочеточник 2141
органы 212
печень 2092
почки 2127
селезенку 2007
семенник 2173
сосуды 1968—1988
тело 212
— воздуха 1992
— желатиновой массы 1979
— кармина 770
с желатиной 1980
— каучуковой массы 1987
— киновари 1984
— клейстера ,1988
— метиленового синего 1779, 1930—1932%
1941—1944
— осмиевой кислоты 1287
— перекиси водорода 1990
— пирролового синего 769
— пластоида 866,1985
— по Бартельсу 1989
Герота 1989
43*

676
Предметный указатель
Инъекции по Гольдману 769
Кийоно 770
Колосову 1287
Кольмеру 212
Краузе 213, 1981
- Неймайеру 1987
Ланшу 1988
Рибберту 770
Фишеру Е. 1992
Шабадашу 1941—1945
Шпаннеру 1977,1984—1986
— прижизненных красителей 759
— раствора серебра 1963 *
— серебра с желатиной 1963
— трипанового синего 762
— туши 1977
— фиксаторов 212
Инъекционная масса, желатина 1979—1984
каучук 1987
I клейстер 1988
пластоид 866,1985
по Бартельсу 1989
Гамбургеру-1978
Герота 1989
Гроссеру 1978
— Краузе 1981 •
Неймайеру 1987
— Тандлеру 1983
Шпаннеру 1984
серебро—желатина 1963
Инъекционные канюли 1971
Инъекционный шприц 1969
для лимфатических сосудов 1989
Иод, выявление амилоида 1573
—. гликогена 1097—1101
— для удаления осадков сулемы 327
фиксации 145, 1329
культур тканей 178
— изолирующие жидкости 1274, 1739
— окраска фибрина 1432
— удаление его 328
Иод-серум 1274
Иод—формалин—осмиевая
кислота—ледяная уксусная кислота 1329
Иод-эозин 660
Иода раствор в йодистом калии, водный 705
: спиртовой 327
Иодированный спирт 327
Йодистый аммоний 1945
— натрий 651
Йодистый цинк—глицерин 805
Йодная настойка 327
— реакция на амилоид 1573
гликоген 1097
по Жандру 1100
Лангансу 1099
— Нильсену—Оккелю 1101
Иодноватокислый натрий 651
Ионизированный хлор, выявление 2064
Иордана масляно-целлоидиновый метод 462
Иореса метод консервации 860
Иридоциты 1150
Ирисовая диафрагма 7
Искусственное затвердение парафина 429
— оплодотворение 2389, 2395, 2405
Искусственные питательные среды 170
Испытание декальцинации 1608
— дестиллированной воды для окраски по
Гимза 1339
Испытание разрешающей
объектива 30
— эфира 449
способности
Кава-кава экстракт 1733, 2065
Казаринова гумми-сироп 1084
Кайзерлинга консервирующая жидкость
858
Калиевые квасцы, дифференцировка 657
Калий едкий, возбуждение движения
ресничек 1268
действие на гладкую мускулатуру
1724
соединительную ткань, колла-
геновую 1457
— ' эластическую 1464
— марганцовокислый, см. Пермонганат ка-,
лия
— обнаружение по Карере-Комесу 1215
Макаллуму 1214
раствором сиена-оранж 1215
— роданистый 1211
— углекислый, см. Углекислый калий
— уксуснокислый, см. Уксуснокислый
калий
— хлорноватистокислый 2412
Калия бихромат, см. Бихромат калия
Каллиуса метод выявления ганглиозных
клеток 1776
удаления яйцевых оболочек 2409—
2412
Кальций 1216—1223
— металлический, обезвоживание 381
— обнаружение 1216—1223
в костях 1630—1641
на оголенных препаратах 1223
по Гёмёри 1639
---Грандису и Маинини 1219
Косса 1637
— обнаружение по Кретэну 1220
Макаллуму 1221
Поммеру 1633
Раблю 1217
Рёлю 1640
Циллю 1638
: Штёльцнеру 1637.
— окраска пурпурином 1219
— реакция с гипсом 1218
— углекислый, нейтрализация формалина
257
— фосфорнокислый 1638
— хлористый, см. Хлористый кальций
Кальция бихромат, фиксация 248
— фосфат 1638, 1640, 1641
третичный 1616
Каменноугольные красители 599—609
влияние фиксации 610
прочность 625
разделение 599
фиксация окраски 626—629, 698, 787
чистота 619
Камень арканзасский масляный 135
Камера счетная 1442
Камсаль 851
Канадский бальзам 840—843
нейтрализация <Ш
по П. Массону 843 „
растворение 842
Канифолевая смесь 909

Предметный указатель
677
Канифолевый бальзам Шпалнера 1984
Каяишоль для заключения (препарат Нис-
сля) 1763
толстых срезов 852
Канифоль—ланолин 819
Канцлера метод выявления глии 1869
Канюли для инъекций 1971
Капельница 623
Капиллярный микроскоп 149
Капилляры желчные, см. Желчные
капилляры
— кровеносные I960, 1965
инъекции 1968—1976
окраска бенвидином 1966, 1967
_ — реактивом сиена-оранж 1417
прижизненное наблюдение 149,1489,
1960
— лимфатические 1989
— селезенки 2007
— серебрение 1280, 1963
Капля висячая 152
Капсёнберговские чашки 156
Капсулярные клетки 1914
Карандаш алмазный 528
Карбоксильная группа и краситель 599
Карбол-бензол 466
Карбол-ксилол 831
Карбол-ксилол—креозот 1857, 1858
Карболовая вода—генциановый
фиолетовый 704
Карболовая кислота—гематоксилин 986
Карболовая кислота—кислотный фуксин
по Секи 993
Карболовая кислота—тионин 1643
Карболовый фуксин 1385
Карбонат калия (поташ), см. Углекислый
калий
Кардиоид-конденсор 52
Кардоса окраска 1370, 1371
— смесь 1371
Карере-Комеса метод обнаружения калия
1215
— окраска гладкой мускулатуры 1731
эритроцитов 1417
Кариокинез 925
Карлсбадская соль, консервация 860
Кармин 631
— изоэлектрическая точка 633
— проба 631
— с сернокислым алюминием 638
— хромовоквасцовый, см. Xромовоквасцо-
выи кармин
Кармин—желатина, инъекции 1980
Кармин—индиго-кармин 714
Кармин—лионский синий 719
Кармин—световой зеленый 950
Кармин—метиленовый синий—хромотроп
1586
Кармин—метиловый фиолетовый 2060
Кармин—пикриновая кислота 713
Кармина раствор, аммиачный 1778
борный водный 484
' по Манеру П. 642
спиртовыи 634
квасцовый 639
кошенили настойка 645
кошениль—железные квасны 645,
2417
литиевый 636, 770
Кармина раствор метиловый 635
муцикармин 2025
с сернокислым алюминием 638
нейтральный кармин, инъекции 1980
паракармин по П. Май еру 643
по Беллингу 641
Весту 1103
Герлаху 1778
Гренахеру 639
Краузе 643
П. Майеру 642—644, 2025
Орту 636
. — Фигу 637, 638
—* Форелю 1778
Шварцу 635
Шнеидеру 640
Карминовая кислота 631
Карминовый фибрин 1469
Кармином прижизненная окраска 770
— уксуснокислым окраска 927
К ар ну а фиксатор 226
Каротин альбумины 1146
Каротиноиды 1109,1142,1143
Карреля чашки для культуры тканей 171
Касперсона метод измерения абсорбции 919
— ультрафиолетовая микроскопия 67
Касторовое масло как примесь парафина
427
Каучук 428
— инъекции 1987
Каформацет239 \
К ах ал я метод импрегнации аппарата
Гольджи 1020, 1856 I
ганглиозных клеток 1769
глии 1807
замороженных срезов 1806
модификация Коудри 1807
золотом с сулемой 1849 в
мозжечка 1799, 1805, 1806
нейрофибрилл 1797—1806
нервов 1797—1806, 1918
нитратом урана 1020 \
с формалином 1856
серебром 1797—1806
с бром—формолом 1854, 1856
— сетчатки 2354, 2355
Кащенко метод графической изоляции 874
Кварцевое стекло 66
Квасцовый гематоксилин по Ганзену 669
— кармин Гренахера 639
Квасцовый кармин—индиго-кармин 714
Квасцы калиевые, дифференцировка 657
Кедровое масло для заключения 846
валивки в парафин 416, 417
целлоидин 460, 462
иммерсии 25, 847
пропитывания 416, 417
коэффициент преломления 846
отношение к промежуточным
жидкостям 390
проба 847
Кедровое масло—целлоидин 402
Кёлера принцип освещения 42
Кератин 2271, 2272
Кератогиалин 2265
Киионо фиксация митохондрией 979
Киноварь—желатина 1984
Кипячения метод Гейтца 928
«Кислая» картина фиксации 203

678
Предметный указатель
Кислота азотная, см. Азотная кислота
— диаллилбарбитуровая 108
— дубильная 1543
— масляная 1055, 1085
— линолевая 1055
— осмиевая 280—295
— пикриновая, см. Пикриновая кислота
— рубеанововодородная 1224
— серная, см. Серная кислота
— уксусная, см. Уксусная кислота
ледяная, см. Ледяная уксусная
кислота
— фосфорновольфрамовая, см. Фосфорно-
вольшрамовая кислота
— фосфорномолибденовая, см. Фосфорно-
молибденовая кислота
— щавелевая, см. Щавелевая кислота
Кислотные красители 599, 600
каменноугольные 599, 600
Кислотный ализариновый синий 748, 1491
для гладкой мускулатуры 1730
Кислотный фиолетовый—кислотный
фуксин 2203 *
Кислотный фуксин (=фуксин S) 665, 707
по Секи 993
Кислотный фуксин—анилиновый синий—
оранжевый 1486, 1487
Кислотный фуксин—квасцы 1634
Кислотный фуксин—кристаллический фио-
летовый—ауранция 994, 1016
Кислотный фуксин—метиловый зеленый—
оранжевый 721, 722
Кислотный фуксин—метиловый зеленый по
Коудри 995
Кислотный фуксин—оранжевый 1653
Кислотный фуксин—оранжевый—световой
зеленый 1494
Кислотный фуксин—пикриновая кислота—
анилиновый синий по Массону 1496
Кислотный фуксин—пикриновая кислота
по Альтману 991
Ван-Гизону 708
Вейгерту 708
Ганзену 709
• Куртису 708
• Метцнеру 991
Кислотный фуксин—пикриновая кислота—
резорцин—фуксин 1563
Кислотный фуксин—пикриновая кислота—
световой зеленый по Альцгеймеру 1758
Кислотный фуксин—раствор таннина по
Френкелю 2238
Кислотный фуксин—световой зеленый 1758
Кислотный фуксин—суконный прочный
желтый по Валлярту 712
Кислотный фуксин—толуидиновый синий—
ауранция 994
Кислый гемалаун 651
Киссера глицерин—желатина 806
Кисточный метод Гйса 1998
Кишечник 2065—2085
— базально-зернистые клетки 2067, 2071—
2077
— бокаловидные клетки 2069
— Бруннера железы 2078
— кутикулярная кайма 2068
ее клетки 2067, 2068
— оксифильные клетки 2067, 2070
— Панета клетки 2067, 2070
Кишечник, фиксация ворсинок 2065
Клара гематоксилин 687
— метод выявления альвеолярного
эпителия 2113 .
базально-зернистых клеток 2076
желчных капилляров 2106, 2108
Кларфельда метод серебрения с таннином
1545
Классификация каменноугольных
красителей 599—602
Клейненберга фиксирующая смесь 312
Клейстера инъекция 1988
Клетка, исследование 910—1292
Клетки А поджелудочной железы,
выявление по Бенсли 2227—2229
Блуму 2230
Гробети 2477
Лэйну 2227
— В поджелудочной железы, выявление
по Бенсли 2227—2229
Блуму 2230
Гробети 2477
Лэйну. 2227
Клетки глии, амебоидные 1877
— крови, окраска липоидов 1381
— олигодендроглии, см. Олигодендроглии
клетки
— печени 2087
— промежуточные 2176
— тучные, см. Тучные клетки
Клеточное ядро, исследование 910—924
Клеточные границы, окраска 672, 684
серебрение 1280—1285, 1963
— дворики, хрящ 1589
Клетчатка 1104, 1672
Клеющий воск 139
Клинорежущая методика 491
Клинорежущий микротом 491
Кобальт азотнокислый 1022, 1214
Кожа 2249—2304
— волосы 2277
— заливка 2254, 2288
— капилляры 149
— кератин 2271
— кератогиалин 2265
— коллагеновая ткань 2289—2291
— нервы 2296, 2297
— ногти 2273
— пигмент 2292
— роговое вещество 2271
— трихогиалин 2282
— фиксация 2250
— элеидин 2269
— эпителиальные волокна 2259
Кожные кости 2304
Кокаин для наркоза 107
Коккеля метод обнаружения железа 1210
— окраска фибрина 1429
Кокса метод выявления ганглиозных
клеток 1774
— среда для заключения 1774
Колачева метод выявления аппарата
Гольджи 1009
Колбочек слой 2350
Коллагеновая соединительная ткань
1454—1462, 1467—1555
действие переваривания 1467—
1482
реагентов 1466

Предметный указатель
679
Коллагеновая соединительная ткань,
окраска по Ачукарро 1544 *
Бенеке 1428
Бильшовскому 1525—1530
Бионди 1882
Валлярту и Уэтту 712,
1497
Вальтеру 1502, 1503
Ван-Гизону 708
Вероцаи 1515
Ганзену 709
— Гейденгайну, азан 1489
пикриновый
сине-черный 1505
тиазиновый красный
1509
хромотроп 1507
Герксгеймеру 2291
Гольднеру 1498
Гютеру 1514
Йомагку 710; 1492
аллейа 715, 1508
Кахалю 1854
Кларфельду 1545
Когаши 1504
Кроссмону 1494
Мал л ори 1486
Массону 1496
Оливейра 1555
- Пачини 1499
Петерсену 1491
Рибберту 1514
Рио-лортега 1547
Унна 1290
Фредериксе 1511
ШаЛферу 1506
Шиффердеккеру 1508
предупреждение набухания 238
свежий препарат 1454
Колларгол 2091
Коллектор 38
Коллектора диафрагма 38
Коллодиевая вата 443
Коллодий 114
Коллоид,, гипофиз 2209
— пщтовидная железа 2235—-2237
Коллоидная окраска по Краусу 1823
Коллоидное серебро 2091
Коллоидный раствор Судана по Ромейсу
1044, 1048
Коллоксилин 446
Коллье буферная смесь 1342
Колориметр Вульфа-1339
Колориметрическое определение Н-ионов
1258—1263
Колосова метод, таннин—осмиевая кислота
1287,1288
Кольмера фиксация органа слуха 2364
сетчатки 2348
— фиксирующая смесь 241
Кольстера фиксация митохондриев 977
Кольцо металлическое Льюиса 169
Комайя реактив 1230
Компенсационный, окуляр 13
Компланатический окуляр 13
Кона окраска пигмента 2209
Конго красный, окраска амилоида 1576
кератина 2272
обкладочных клеток 2061
Конго красный, окраска окостенения 1651
эластической ткани 1568
эмалевых призм 1681
Конго красный—фосфорномолибденовая
кислота 1568
Конденсор 31—36
— ахроматический 35
— иммерсионный 34
— очковый 34
темнопольный 55
— препаровальный сменный 55
темнопольный 55
— светлого изображения 56
— светло-темнопольный 53, 55
— сменный 53, 56
— темнопольный 53
Контрастный микрометр 87
Конхиолин 1672
Концентрация Н-ионов фиксирующих
жидкостей 203
Копша метод выявления аппарата Гольдяш
1008, 1009
отбеливания 1013
серебрения ганглиозных клеток 1772
фиксации митохондриев 867
Корзинчатые клетки 2044
Корифосфин О 955
Корковый зажим 583
Корневое влагалище волоса 2283
Корнеин 1672
Корня кончик, деление ядра 945
Коробки для хранения препаратов 863
Корректорская жидкость 880
"Коррекционная оправа объектива 18
Коррекция перекрашивания, диффереяци-
ровка 604
— толщины покровных стекол 18
Коррозионные препараты 866
костных канальцев 1670
по Шпаннеру 1985
Шуммеру 866
Косса метод обнаружения извести 1637
Косое освещение 32, 33
Костанецкого метод фиксации 2383
Костные тельца и костные канальцы,
выявление анилиновым синим 1668
гематоксилином Дела-
фильда 1642
коррозией 1670
мацерацией 1647
по Ранвье 1668
- Руппрйхту 1645
Теверу 1670
Шафферу 1669
Шморлю 1643 м
сулема—сернистый
аммоний 1669
— тионин—пикриновая
кислота 1643
— — — тионин — фосфорно-
вольфрамовая кислота 1644
— шлифы, лишенные коллагена 1667
Костный.мозг 2009
получение пункцией 1420—1422
Кость 1599—1689
— височная, см. Височная кость
— волокна Шарпея 1649
— выявление извести 1630—1641
— декальцинация 1604—1622, 2476 .

680
Предметный указатель
Кость, изоляция пластинок 1650
— обезжиривание 1658
— общее 1604
— окраска по Бехеру 1626—1629
— ■ Билыповскому 1649
Боку 1631
Вейденрейху 1649
Корффу 1653
Люндваллю 1596
Майеру П. 1656
Петерсену 1626
Поммеру 1633
Рупприхту 1645
Шафферу 1652, 1669
Шморлю 1643, 1644
Штёльцнеру 1632
— пограничные влагалища 1646 /
— прижизненное окрашивание 796, 1601
— развитие 1651
— свежий препарат 1599—1603
—* тотальный препарат 1596—1598, 1655,
1656
— фибриллы 1648—1650
— шлифы 1658
Коудри окраска митохондриев 990, 995
Коха метод 1671
Кошенили раствор 645
Кошениль—железные квасцы 2417
Коэффициент преломления 801
Краевая глия, выявление 1876
— нить эритроцитов 1308
— — спермиев 2168
Краллингера фиксирующая смесь 943
Краппом окраска 796, 1601, 1602
Красители каменноугольные 599—602
— чистота 619
Краситель нейтральный 599
Красные кровяные тельца, базофильная
зернистость 1305, 1306
окраска бензидином 1436, 1437
бразилином 1418
по Карере-Комесу 1417
Лепене 1436
Слонимскому 1437
подсчет 1442—1445
получение 1293—1297
препараты на срезах 1388—1407,
1417, 1418
приготовление мазков 1317,1376
свежий препарат 1298—1308
Красный фильтр 49
Краузе концевые колбы 2297
Крауса окраска коллоида 2202, 2237
Крезазаном окраска по Ромейсу 2198
Крезиловый прочный фиолетовый для
свежих препаратов мышц 1695
Крезиловый прочный фиолетовый для
тучных клеток 1411
яйцеклеток и зародышей 2464
как индикатор 1262
— фиолетовый 702, 2266
Крезоловый красный 1260
Крезофуксин 1562
Креозот буковый 1858
— как промежуточная среда 398
Креозотовая смесь по Рио-Хортега 1558
Крестообразный столик микроскопа 9
де Крини метод импрегнации золотом
и сулемой 1777
Кристаллический пунцовый 1264
— фиолетовый 996, 1848
Кристаллы гематоидина 1109, 1114, 1123,
1434
Кристеллера замораживающий столик 519
— метод обнаружения висмута 1230
Кровеносные сосуды 1954—1993
выявление путем окраски
эритроцитов 1966, 1967
инъекция 1968—1989
коррозия 1985, 1986
наполнение воздухом 1990—1993
окраска эластина 1956, 1957
прижизненное наблюдение на
животных 1439—1441
человеке 149
эндотелий 1280, 1963
Кроветворные органы, желток 1389
печень 2086
Кровообращение 149, 1439—1441
Кровь 1293^-1453
Кровь, действие реактивов 1299, 1300
— кристаллы 1433—1435
— мазки 1317—1387
взятие 1293—1297
окраска красителями 1336—1384
азур—эозин 1357
бензидин 1378
далия 1373
карболовый фуксин 1384,
1385
метиленовый синий 1380
судан. 1381 .
триацид 1375
триглицериновая смесь 1372
паноптическая 1367
панхромная 1369
по Ассману 135&
Гимза 1357—1366
Гиршфельду 1380
Гольдману 1381
Зеерту 1381
Иеннеру 1352
К ардосу— П аппенгейму 1370
—' Май—Грюнвальду 1352
Паппенгейму -1367
Савини 1381
приготовление 1317—1824
свежий препарат белых кровяных
телец 1309
жидкости для наблюдения
1302
исследование по Арнольду
1301
красных кровяных телец
1298—1300
кровяных пластинок 1314^-
1316
ретикулоцитов 1305, 1306
суправитальное окрашивание
1303, 1304
«толстая капля» 1323, 1365 '
фиксация влажных мазков 1330—
1335
высушенных мазков 1325—1329
— пигменты 1134—1136, 1433—1435
— препараты на среэах, окраска
красителями 1394—1419
г азур—эозин 1396

Предметный указатель
681
Кровь, препараты на срезах, окраска
крезиловый фиолетовый 1411
метиловый зеленый—пи-
ронин—оранжевый 725
— полихромный
метиленовый синий 1412, 1413
раствор Гимза1401
реактив сиена-оранж
1417 .
синий полихром 1415
смесь Кардоса 1407
'— толуидиновый синий
1408, 1411
фосфорномолибденовая
кислота — сульфоалиэ ариновокислый
натрий 752
эозиновокислый
метиленовый синий 1395
паноптическая 1403
* — панхромная 1406
по Гимза 1401
Гольмгрену 1408
Йоминичи 726
ардосу 1407
Карере-Комесу 1417
Ленеру 1411
Лепене 1436
Максимову 1396
Нохту 1396
Окаяма 752
Паппенгейму, паноп-
тический метод 1403
панхроматический
метод 1405
Слонимскому и Лапин-
скому 1437
Унна 1412
Кровяная плазма, аутогенная,
гомогенная 166
гель 1432
получение 157
Кровяная соль—бура по Вейгерту 1822
Кровяная соль—карбонат лития по
Кульчицкому 1825
Кровяная сыворотка 1302
Кровяной ланцет 1293
— сгусток, удаление 1443
Кровяные пластинки (=тромбоциты) на
срезах 1419
подсчет 1450, 1452
свежий мазок 1314
по Дегквитцу 1316
Ленгтенхагеру 1462
—. г Фонио 1450
фиксированные 1316
— тельца, изолированное выявление на
N срезах 1417, 1436, 1437
отношение к реактивам 1299, 1300
подсчет 1442—1451
Кролик, размножение 2456, 2457
Кромайера окраска фибрилл эпителия
2264
Кронталя—Корнинга метод импрегнации
свинцом 1775
Кроссмона окраска соединительной ткани
1494
Кроющие клетки легких 2113—2115
надпочечников 2128
Крыса, размножение 2453
Ксантгидроль 1252, 2140
Ксантопротеиновая реакция 1247
Ксантофоры 1143
Ксилидиновый пунцовый 1498
Ксилол 390, 413, 570
— очистка 575
Ксилол—ацетон 835
Ксилол—канифоль 1743
Ксилол—карболовая кислота 831
Кулля окраска митохондриев 994
Культуры тканей 152—186
влияние температуры 163
закладка 155, 156, 162
окраска 180—186
пересадка 165
прижизненная окраска 174
фиксация 176—178
Кульчицкого окраска мякотных оболочек
1825
Купорос медный, обезвоживание 382
Купфера звездчатые клетки 2091
Кураре 110
Кюветы с желобками для проводки 582
Кюне, метод выявления нейрокератина
1895
-переваривания трипсином 1467
«Лабильные» оксидазы, реакция выявления
1157
«Лавровый воск» 429
Лак гримировочный' 821
— для окантовки 821
замены слюды 552
— спримолоидный 552, 853
— янтарный 816, 821
бесцветный, см. Бесцветный
янтарный лак
Лактофенол 809
Лактофенол—уксуснокислая медь 810
Лампа для микроскопирования 37—40
— низковольтная 39
— точечная 40
— увиолевая 68
— щелевая 2305
Лангерганса островки 2224, 2477
Ландау метод выявления нейрофибрилл
1834
— окраска мякотных оболочек 1836
Ланолин—канифоль, масса для окантовки
819
Ланцет для прививки 1293
Латентные структуры 191
Л аутц:фиолетовый (=тионин) 1898
Лебера метод окраски роговицы
Леви жидкость для изоляции хрусталико-
вых волокон 2346
— фиксатор 2149
Леви Д. метод наклеивания
целлоидиновых срезов 566 +
Лёвита—Фишера метод золочения 1905
Левулоза, заключение 811
Легкие 2111—2118
— респиративный эпителий 2113
— эластические волокна 1464
— епициты 2113
Ледяная уксусная кислота 252
Ледяная уксусная
кислота—спирт—хлороформ 226
Ледяная уксусная кислота—сулема 331

682
Предметный ^указатель
Ледяной метод получения плазмы 158
Лейденфроста феномен 1328
Лейдига клетки 2176
Лейдлоу допа-реакция 1179
Лейко-кислотный фуксин 1176
Лейкофоры 1150
Лейкоциты 1309—1387
— гранулы 1352—1387
ацидофильные 1352
базофильные 1352,1357
липоиды 1381, 1382
на срезах 1388—1407
нейтрофильные 1352, 1357, 1362,
1367, 1370, 1375
оксидазная реакция 1377, 1380
: пероксидазная реакция 1378
прижизненное окрашивание 1303,
1304
псевдоацидофильные 1372
— движение • 1309
Лейшмана окраска крови 1355
Лёле альдаминовая реакция 1167
— нафтол-пероксидазная реакция 1172
*— окраска феноловым генциановым
фиолетовым 1165
— феноловая реакция 1162, 1163
Лемана фиксация прижизненной окраски
792
Ленггенхагера метод подсчета тромбоцитов
1452
Ленгоссека метод серебрения фибрилл
стекловидного тела 2319
Лендваи аппарат для точки 499
Ленера метахроматическая окраска слизи
Ленты парафиновые, резка 505
Лепене окраска гемоглобина 1436
Летние клетки надпочечника лягушки 2222
Лёффлера раствор метиленового синего 182
Лецитин, выявление 1082—1088
Либеркюна верхушки 2065
Либермана—Бурхардта холестериновая
реакция 1079
Лигатурный шелк, стерилизация 156
Лигроин 417
Лигпоин—парафиновый метод Прантера
Лизона метод выявления хлора 2064
— окраска яшра 1050
мякотных оболочек 1837
— судан черный 1050
— уксуснокислый свинец—формалин 2073
Лимонный сок—хлорное золото 1906
Лимфа как среда для культуры тканей
117, 154, 160
— получение 160
Лимфатические железы 1994—2003
выявление воздухом 1990—1993
определение количественное 905
— сосуды 1962
инъекциями 1989
— узлы 1994—2003 ,
Лимфатические узлы, митохондрии 1383
окраска цитоплазмы 1384
Лимфоциты, азуровые гранулы 1357, 1367
Лимфы лягушачьей получение 160
Лйндберга проточный флакон 173
Линза глазная 11
— иммерсионная 21
Линза фронтальная 11
Линолевая кислота 1055
Лионский йодный синий 720
— синий 719
Лионский синий—кармин 719
Лионский синий—муцикармин 1586
Липоиды 1082—1088
— в клетках крови 1381
— выявление по Гольдману 1381
' Зеерту 1381
Савини 1381
Смис—Дитриху 1086
Чиаччио 1082 .
Липомеланин 1137, 1142
Липофанероз 1028, 1044
Липофоры 1143—1145
Липофусцин 1137
Липохондрии 1026
Липохром 1142
Литиевый гематоксилин по Вейгерту 1824
— кармин 636
для прижизненного окрашивания
770
Литий сернокислый, декальцинация 1609,
1613.
предотвращение набухания после
фиксации 238
— углекислый, см. Углекислый литий
Лифа фильтры 43—49
Лобо метод серебрения 1811
Локка раствор 122
Лохте метод исследования волос 2284
Лука корешок, деление клеток 945
Лупа 2
— апланатическая 2
— бинокулярная 3
— Гесса 3
Лучи тепловые, фильтр для абсорбции 48
Льняное масло 1055
Льюиса раствор 122
— фиксация парами иода 178
Лэйна метод для островков Лангерганса
2227
Люголя раствор, водный для
окрашивания 705
спиртовый для удаления сулемы 327
Люмннисцентный микроскоп 68
нервное волокно 1884
Люндвалля окраска кости 1596
хряща 1596
Лютеиновые клетки 2153
Лягесса метод серебрения 1537
Лягушачьей лимфы получение 160
Ля Манна окраска мякотных оболочек 1834
Магний бромистый 1944
— углекислый 259
Магний уксуснокислый—формалин 268
Магния соли, окраска нервов 1944
Маджента, Маджента красный, см.
Фуксин
Маджента красный—гемалаун—световой
зеленый 2040
Маджента красный—цикро-индиго-кармин
716
Мазки вагинальные 2446—2456
— крови, см. Кровь, мазки
— органов 1335
— спермиев 2167

Предметный указатель
Май— Грюнвальда и Гимза окраска мазков
крови 1367, 1368
модификация Пап-
пенгейма 1369
окраска 1352
модификация Ассмана 1356
Май ер а П. анализ красителей 619
гемалаун 651, 653
квасцовый кармин 642
метод заливки 405
наклеивания 541
ориентировки мелких объектов
540, 541
отбеливания пигмента 1148
— мукгематеин 2028
муцикармин 2025
окраска ганглиозных клеток 1752
хряща 1597
паракармин 643
тетрандер 495
Маинини метод обнаружения извести 1219
Маиса сифон 1279
Мак-Гилла модификация окраски Мал-
лори 1487
Мак-Клунга смесь азотная
кислота—формалин 2436
Макроглия 1854
Максимова окраска азур—эозином 1396
— фиксирующая смесь 338, 1389
Малахитовый зеленый, прижизненная
окраска ядер 921
Маллори гематоксилин бв5, 1874
модификация Гельда 686, 1875
Гютера 1514
Рибберта 1514
— окраска нейроглии 1874-
— — соединительной ткани. 1486
модификация Гейденгайна
1489
Манна окраска метиленовым синим с
эозином 728
модификация Альц-
геймера 1877
Мансона—Шварца окраска 1376
Марганца окись, удаление щавелевой
кислотой 983
Марганцевокислый калий, см. Перман-
ганат калия
Мареша метод импрегнации
соединительной ткани 1518
Марки окраска мякотных оболочек 1839
Маркировка агар-агаром по Фогту 790
Мартинотти методы окраски 2270—2272
— фиксация кожи 1253
Масла эфирные 390, 414
Масло бергамотное 390, 414, 415
— винтергреновое 854
— гвоздичное 390, 587
для восстановления окраски 1982,
2100
удаления целлоидина при
наклеивании 557
Масло гвоздичное, замена метилбензоатом
587
отношение к промежуточным
жидкостям 390
Масло гвоздичное—целлоидин для
наклеивания блоков 486
Масло иммерсионное 25
Масло касторовое, см. Касторовое масло
— кедровое, см. Кедровое масло
— льняное 1065
— оригановое, см. Оригановое масло
Масляная иммерсия 21
— кислота 1055, 1085
— смесь по Апати 460
Больцеку 306
Масляно-целлоидиновый метод заливки
460—462
наклеивание срезов 558, 567
-насадка блока 486
по Апати 460
Иордану 462
Цаху 461
последующая обработка нена-
клеенных срезов 585
1 резка 511 ч
Масляные шарики, сетчатка 2353
Масляный камень 135
«Massa» 77
Масса для окантовки Камптнера 816
Нуайе 819
Рюитера 818,
Целлера 816
Массона канадский бальзам 843
— окраска,
гемалаун—эритрозин—сафранин 711
гематоксилином 685
слизи 2027
соединительной ткани 1495, 1496
Мастизоль 114
Масштаб изображения 14
Матка 2157—2161
— во время беременности 2159
течки 2446
— соединительная ткань 2160
Матовое синее стеклышко 42
— стеклышко 42
Матсуура окраска конго красным 1568
Мацерация костей 869
— спермиев 2168
«Ма»-эффект 1157
Мевеса метод выявления митохондриев
971, 2385
Меди бихромат, фиксация 248
— окись, фильтр 44
Медные квасцы—кармин 1708
Медный купорос, обезвоживание 382
Медный купорос—хромовые квасцы,
фильтр 44
Медь, обнаружение 1224
— уксуснокислая для окраски
митохондриев по Коудри—Бенсли 990
мякотных оболочек по Вей-
герту 1822
Медью покрывание восковых моделей 895
Межгранулярная сеть 964
Межклеточные мостикп 1287, Л288
— промежутки 2258
Мейснера сплетение 2085
— тельца 2297
Меланин 1138—1141
— выявление допа-реакциёй 1139, 1178
— отбеливание 1114—1121
Меркеля жидкость 319
Мерцательный эпителий 126Т—1271
Местное прижизненное окрашивание по
Фогту 790

684
Предметный указатель
Металла обнаружение по Тимму 1231
Металлическое кольцо Льюиса 169
Метаниловый желтый 2027
Метанол (=метиловый спирт), испытание
1326
обезвоживание 1326
отношение к промежуточным
жидкостям 390
— фиксация препаратов крови 1325
Метанол—целлоидиновый метод заливки 467
Метахромазия 603
Метахроматическая окраска красителями,
молибденовый гематоксилин 2036
сафранин 2033
тионин 2033
тионин—виннокаменная кислота
1898
толуидиновый синий 2033
уксуснокислый
свинец—толуидиновый синий 1257
целестиновый синий 2035
Метахроматическая окраска по Гольмгре-
ну 1257
Джузетти 2033
Клара 2036
Ленеру 2036
Фейртеру 1898, 2475
Метилбензоат 390, 392—391
— иммерсионная среда 26
Метилбензоат—целлоидин, заливка 392—
397
ориентировка 440
Метилен-азур 1359
Метиленовый белый 785
— синий, витальная окраска 784, 1928,
1929
окраска ганглиозных клеток 1742—
1744, 1748
нервов 1928, 1929
по Лёффлеру 182
Мансону—Шварцу 1376
— Шабадашу 1941, 1944
препаратов крови 1374
— хряща 1585, 1588
эритроцитов 1376
ядер 702
полихромный 1412—1415
фиксация окраски 1935—1940, 1945
Метиленовый синий—мыльный раствор по
Нисслю 1742
Метиленовый синий—эозин 1352
Метиленовый синий—эритрозин 1753
Метил-кармин 634
Метиловый зеленый 699
Метиловый зеленый для окраски хряща,
тотальный препарат 1596
срезов ткани, ядра 699
Метиловый зеленый—оранжевый по Гимза
1370
Паппенгейму 1371
Метиловый зеленый—пиронин Для окраски
островков Лангерганса 2226
плазмы клеток 1416
по Паппенгейму—Унна 723
Метиловый зеленый пиронин—оранжевый
725
Метиловый зеленый—фуксин S-оранже-
вый 721
Метиловый .красный 1960
Метиловый синий—эозин по Манну 728
модификация Добелла 729
Метиловый спирт, см. Метанол
— фиолетовый В 1847
— 5 В 1847
окраска амилоида 157&
волокон эпителия 2264
—. кости 1633
краевых обручей 1308
крови 1308
нейроглии 1847
г прижизненная окраска
митохондриев 967
ядра 921
Методы наклеивания, см. Наклеивания
методы, Наклеивание
Метца аппарат для подсчета кровяных
телец 1449
Метцнера окраска 698
— фиксация гранул слизи 2020
Микроглиптар 2
Микроглия, выявление по Глобусу 1867
Дубрауски 1870
Канцлеру 1869
Кахалю 1854, 1855
Пенфилду 1868
Рио-Хортега 1864, 1866
Секи 1872
Микроинъекции в клетки 1259
«Микроколор» 1006
Микролюминар 2
Микроманипулятор 157
Микрометр 84—90
— контрастный 87
— ступенчатый 87
Микрометрический винт микроскопа 10
микротома 496
Микропланар 2
Микрополихромар 50
Микрополяр 2
Микросжигание 1190—1199
Микроскоп 1—92
— для спектрального анализа 76
— использование 20
— капиллярный 149.
— поляризационный 60—62
исследование 1039, 1074
— приобретение 91
— роговичный 150
Микроскоп сравнительный 75
— стереоскопический препаровальный 79
— электронный 92
Микроскопические структуры 191
Микроскопия в падающем свете 63, 64,
68, 151
Микросуммар 2
Микротар 2
Микротом 488—525
— для круговых среэов 489
очень твердых материалов 491
— замораживающий 512—525
— клинорежущий 491
— модель Юнга 495
— правила пользования 508
— тетрандер П. Манера 495
Микротомный нож 497
— защитная гильза 503
МикроАотографический окуляр 77
Микрофотография 78

Предметный указатель
685
Микрофотография ультрафиолетовая 919
Микрургия 163
Миллонов реактив 1248
Минога 2389—2392
Миндалины 2060
Миокард 1949, 1960
Миофибриллы насекомых 1691, 1699
Миславского метод выявления
митохондриев 2042
Митоз 926
Митохондрии, действие жара и холода 968
— валивка 981, 982
— окраска красителями, железный
ализарин—анилин—фуксин 998
железный
ализарин—кристаллический фиолетовый 996
железный гематоксилин 986—990
кислотный фуксин—метиловый
зеленый 995
кислотный фуксин—пикриновая
кислота 991
кислотный фуксин—пикриновая
кислота—нафтоловый черный 1511
: кислотный фуксин—световой
зеленый 1758
кислотный фуксин—толуидино-
вый синий—ауранция 994
кристаллический фиолетовый 996
прижизненная 780, 967
уксуснокислая
медь—гематоксилин—хромовокислый калий 990
эритрознн—метиленовый синий
1753
— янус зеленый 780
по Альтману 991
Бенда 970, 984, 996
Гейденгайну 986
Гиршу и Бретпшейдеру 989
- Коудри 990, 995
Куллю 994 .
Мевесу 991
Михаэлису 780
- — Рего 988
Рио-Хортега 999
Секи 993, 998
Митохондрии, отбеливание 983
— прижизненное наблюдение 966—968
— фиксация по Альтману 991
Банг—Сьёваллю 980
Бенда 970
Бенсли—Коудри 973
Дюбрейлю 978
Кийоно 979
Кольстеру 977
Копшу 976
Коудри 973
Леви 2149
' Мёвесу 971
Миславскому 2042
Рего 988
Шампи 972
Шульце О. 684
«Мифлекс» (микрофотографический
окуляр) 77
Михайлова метод выявления внутрисер-
дечной нервной системы 1953
Михаэлиса окраска митохондриев янусом
зеленым 780
— фиксирующая смесь 315
Миэло-оксидазная реакция 1155
Миэлоциты 1377
«Миэ-эффект 1157
Млекопитающих яйца 2146, 2146, 2460—
2462
Множественная окраска 607, 706—730
Модели восковые, раскрашивание 894
— целлофановые выдвижные 877
Мозг, см. Нервная система
Мозговая часть гипофиза 2205
Мозжечок, импрегнация 1798, 1799, 1805,
1806
Молибденовая кислота—гематоксилин,
окраска базально-зернистых клеток 2076
глии 1875
по Гельду 686, 1875
7 Клара 688
Маллори 1513
слизи 2036
соединительной ткани 1513
Молибденовокислый аммоний 626, 1936
окраска нейрофибрилл по Бете 1782
фиксация окраски нейрофибрилл
1935—1938
Молибденовокислый аммоний—перекись
водорода 1938
Молибденовокислый гематеин Ганзена 687
Молибденовый метод Донаджо 1780, 1781
Молльера метод выявления сосудов
селезенки 2007
Моммзена буферная смесь 1345, 1368
Монобромбензол 852
Монокулярная телескопическая лупа 80
Мононатриевый урат 2137
Монохромат 24
Монохроматический свет 49
— фильтр 49
Монохроматор 49
Монтаж анатомических препаратов 863
Мора соль 48
Морская свинка, размножение 2454
Морского ежа яйца 2143
Морской звезды яйца 2143
Морфий 102
Мочевая кислота, обнаружение 2134—2138
Мочевина для изоляции эластической
ткани 1465
фиксации 196, 290, 297, 310, 942
— обнаружение 1252, 2139, 2140
Мочевой пузырь 2141 '
Мочевые канальцы 2121—2133
Мочекислый инфаркт 2135
Мочеточник 2141
MS22 (наркотик) 104
Мукгематеин 2028
Мукоидное вещество 2036—2038
Мукоитинсерная кислота 1257, 2031
Муравьиная кислота, декальцинация 1621
импрегнация золотом 1784 1
Муравьиная кислота—двухромовокислый
калий по Чиаччио 1082
Муравьиная кислота—хромоген по
Вейгерту 1845
Муравьинокислый свинец, гаяглиозные
клетки 1775
Мускулатура 1690—1733
— волокон выявление 1691, 1701, 1710—
1716
— гладкая 1721—1733

686
Предметный указатель
Мускулатура и сухожилия 17J7-
— мацерация 1696, 1722
— миофибрилл изоляция 1691, 1697
> окраска 1706—1720, 1722, 1723,
1727—1731
— мышечные веретена 1713
— поперечнополосатая 1690—1720
— сердечная 1718—1720
— скелетная 1690—1717
— суправитальное окрашивание 1695
Мутные мускульные волокна 1702
Муцикармин 2025
Муцикармин—лионский синий 1586
Муцикармин—метаниловый желтый 2027
М.Ф.С. смесь 1915
Мыла 1072, 1073
Мыло венецианское 1743
Мыло—метиленовый синий 1743
Мышечные волокна, мутные и светлые 1702
Мышь, размножение 2447, 2461
Мышьяковистая кислота—формалин—
спирт смесь 1915
Мюллера жидкость 244
для декальцинации 1622
мацерации, эпителий J275
нервной системы 1734
— фиксации 244
Мюллера жидкость—осмиевая кислота по
Марки 1839
Мюллера жидкость—сулема по Гельду 240
1 Гелли 337
Максимову 338
Ценкеру 336
Мюллера жидкость—формалин по Орту 247
Мягкий целлоидин 512, 2288
Мякотные нервные волокна
периферические 1885, 1890—1900
выявление 1890—1900
— оболочки, выявление в поляризованном
свете 1840
окраска гематоксилином 1822, 1825,
1826, 1829, 1832, 1833
т- метахроматическая 1898
т- осмиевая кислота—гематоксилин
1831 \
Мякотные оболочки, окраска осмиевая
кислота—парафенилендиамин 1835
плаз мал евой реакцией 1897
по Баксиху 182$
Бендя 1832
Вастарини-Крези 1828
Вейгерту 1820—1822
Вольтерсу 1827
• Кульчицкому 1825
Ландау 1834
Лизону и Даньелю 1837, 1841
Ля Манна 1836
Марки 1838, 1839
Палю 1826
Фейртеру 1898
Шпильмейеру 1832
Шредеру 1833
Шультце В. 1835
Шультце О. 1831
Наблюдение прижизненное безмякотных
нервных волокон 1884
Набухание при фиксации 201
«Набухшие клетки» 1958
Нагревание препаратов крови 1328
Нагревательный предметный столик 175
— столик 538
Нагревающаяся влажная камера Петерфи
175
Нади-буферные смеси 1159
Нади-реакция 1157—1161
— после фиксации формалином 1161
Надписывание предметных стекол 528—
532
Надпочечники 2210—2223
— аргентаффинное вещество 2218
— липоиды 2220
— окраска по Визелю 2217
— фиксация 2210, 2214, 2215
— хромаффиновая реакция 2211
Наклеивание замороженных срезов по
Аничкову 568
Геринга 471
Иванову 568
Ольту 569
Сцютсу 569
— масляно-целлоидиновых срезов по
Апати 567
— парафиновых срезов по Апати 546
Геннеги 546
Май еру 541
Михаэлису 551
Обрегиа 548, 562
Ольту 549
Рюитеру 547
Штрассеру 2415
Сцомбати 550
при помощи белка 541—546
воды 533—535
желатины 549, 550
смеси
коллодий—касторовое масло 2415
сывороточного альбумина
543
целлоидина 548
— парафин—целлоидиновых срезов, см.
Наклеивание целлоидин—парафиновых
срезов
— хрупких объектов, желток 2415
— целлоидиновых срезов по Аничкову
558
Апати 567
Вейгерту 565
Данчаковой 557
. Иордану 559
Караччи 560
— Леви 566
Максимову 557
Обрегиа 563
Ольту 561
Фиеандту 562
— целлоидин—парафиновых срезов по
Рюитеру 553
Пфулю 554
Наклеивания методы (вообще) 526
Наполнение воздухом для выявления
сосудов и других полостей 1990—1993
Направительные тельца (яйцеклетки) 2397,
2461
Наркоз диалем 108
— кокаином 107
— кураре 110
— морфием 102

Предметный указатель
687
Наркоз MS 22 104
— новоналом 104
— нумалем 109
— стрихнином 107
— TS 22 104
— уретаном 106
— хлороформом 102
— хлорэтоном 103
— эфиром 102
Наркотизировалие водных животных 103,
107
Насадка тубусная 72
Насекомые, заключение в бальзам 2298
Насечки Шмидт—Лантерманна 1894
Настойка иода 327
Натрий едкий для мацерации 1956
г нормальный раствор 1159
Натрий едкий—серебро по Шульце 1808
модификация Л обо 1811
Натрий йодистый 651 .
— иодноватокислый 651
— пировинограднокислый 1944
— сернистокислый, сохранение осмиевого
~ чернения 286
— серноватистокислый, см. Гипосульфит
— сернокислый для обезвоживания 460
Натрий сернокислый для фиксации 244
после декальцинации 1609, 1613
— хлористый, обнаружение почки 2139
— щавелевокислый 159
Натрия бисульфит 1235
— карбонат 156, 1475
— сульфат, см. Натрий сернокислый
— фосфат вторичный 1159
первичный 1159, 1944
Нафтазарин 738
Наотазарин—азофлоксин 740
На< )талин'£££
Наоталин—ксилол 856
Наоталин—тетралин 855
Нафтолзвая реакция 1154—1161
Нафтолового генцианового фиолетового
раствор 1165
Нафтоловый зеленый 746
— черный 1511
Н афтол-оксидазная реакция для
препаратов крови 1377
по Гирке 1157
Гиршфельду 1380
• Греффу 1157—1161
— Лёле 1162
— Шморлю 1155
Шультце В. 1155
Нафтол-пероксидазная реакция 1172
Нафтол-пурпурин 743
Нахождение ранних стадий развития 2460—
2464
Невиллит 838
Неврилемма 1891
Неврогенные побочные клетки 1914
Негативное серебрение роговицы 2328
Негашеная известь для обезвоживания 381
Негоколл 898
Нейбауэра счетная камера 1443
Нейкирха фиксация гликогена 1091
Неймаиера ванночка для окрашивания
препаратов 582
— метод инъекций 1987
Неймановские влагалища (зубы) 1682
Нейроглпя, выявление, бром—формалин—
серебро 1854
бромистый аммоний—формалин 1859
золото—сулема 1849
кислотный фуксин—световой
зеленый 1758
кристаллический фиолетовый 1848
метиловый синий—эозин 1877
метиловый фиолетовый 1845—1847
молибденовый гематоксилин 1875,
1876
перевариванием 1844
трипсин 1844
уран—формалин 1856
фосфорновольфрамовый
гематоксилин 1874
по Альцгеймеру 1758, 1877—1879
* Билыповскому 1873
. Вейгерту 1845
Гельду 1875
Глобусу 1852, 1867
Гольцеру 1848
Дубрауски 1870
Канцлеру 1869
—. Кахалю 1849—1851, 1854—1856
Маллори 1874
Пенфилду 1868
Рио-лортега 1857—1866
Шпильмейеру 1847
— протрава 1822
Нейрокератин 1865
Нейросомы 1758, 1759
Нейрофибриллы в культуре тканей 186
— выявление золочением 1783
едкий натр—серебро 1808
молибденовокислый
аммоний—тионин 1780
молибденовокислый аммоний—толуи-
диновый синий, мозг 1781
периферические нервы
1902
нитрат серебра—гидрохинон 1798
серебрением 1785—1819, 1908—1927
по Агдуру 1792
Апати 1783, 1784
Баксиху 1818
Бете 1782
Бете—Мёнкебергу 1902
Бильшовскому 1786, 1909
Бодиану 1816, 1817
Буке 1912
Гросу 1793
Донаджо' 1781
Кахалю 1797—1806
Коудри 1807
Лобо 1811
Рансону 1812
Ремону—Лермитту 1796, 19
Роджерсу 1926
Уяма 2355
Фолею 1813
Шультце О. 1808
Эсаки, в культуре тканей 186
Нейтрализация канадского бальзама 841
— формалина 257
— — пиридином 260
Нейтральные яшры, выявление 1064—
1067
— красители 599

688
Предметный указатель
Нейтральный красный как индикатор
1259—1261
окраска кости 1599 N
прижизненная окраска 772—779, 783
вакуома 1004, 1005
фиксация прижизненной окраски
773
Нейтральный красный—янус зеленый 783
Нейтрофилия 602
Нематоды, оплодотворение 2387
Ненаклеенные срезы, обработка, см.
Последующая обработка ненаклеенных
срезов
Непрямая окраска 605
- прижизненная 798
Нерв зрительный 2357
Нервная система, ганглиозные клетки,
отростки 1739—1755
изоляция 1739, 1740
мякотные оболочки, моэг 1820—
1837
периферические нервы 1885,
1890
нейроглия 1844—1879
1 нейросомы и митохондрии 1756—
1761
нейрофибриллы мозга 1780—1819
золочение 1783, 1784
— молибденовый метод 1780,1782
серебрение 1785—1819
периферических нервов 1901—
1927
нервное волокно 1884—1927
нервные окончания 1908—1927
нервы периферические 1884—1927
общее 1734—1738
осевой цилиндр 1901—1927
прижизненная окраска мозга 1756
периферических нервов 1928
сетчатый аппарат Гольджи 1760,
1761
соединительная ткань 1881—1883
— — ядро и тигроид 1741
Нервноо волокно, выявление мякотных
оболочек 1891, 1896
л-гранул 1899
крестов Ранвье 1893
нейрокератина 1895
нейрофибрилл 1902—1927
осевого цилиндра 1901—1927
перехватов Ранвье 1891, 1895
сегментов Лантермана 1921
Нервные клетки, см. Ганглиозные клетки
Нервные окончания во вкусовых почках
2048
в зубах 1689
кишечнике 2086
клюве утки 2296
коже 2297
костях 1689
мышцах 1934
, органе обоняния 2374
слуха 2368
---печени 2093
роговице 2335
сердце 1953
эпидермисе 2297
выявление импрегнацией золотом
1904—1907
Нервные окончания, выявление
импрегнацией серебром 1908—1927
окраской метиленовым синим
1928—1934
на свежем препарате 1888
по Агдуру 1792
. Бете 1902
Билыповскому 1909
Буке 1912
Балл яр ту 1913
Гаду 1713
Грос-Шультце 1793
Девенпорту 1922
Догелю 1936, 1937
Зилеру 1713
Каданову 1810
— де Кастро 1689
Кахалю 1799, 1802, 1804,
1806, 1918
Лаврентьеву 1915
Лёвиту 1905
: Миллеру 1907
1 Михайлову 1953
Перецу 1920
Ранвье 1906
Рансону 1812
Роджерсу 1926
Рохасу 1921
Фаворскому 1919
Фолею 1813
Шабадашу 1941
Штёру.Ш0
Шультце О. 1808
Эрлиху—Догелю 1929, 1930
Нервы безмякотные 1886
— выявление на наклеенных парафиновых
срезах 1922—1927
— мякотные 1886
— периферические, свежий препарат 1885
— прижизненное наблюдение 1884
— холинэргические 2046
Нигрозин 1506
Низковольтная лампа 39
Николля карбол—тионин 1643
Нильский голубой сернокислый, окраска
жира 1064—1067
прижизненная окраска 761
фиксация 787
Нильский голубой сернокислый—бордо
2283
Нингидриновая реакция 1249
Ниссля окраска формалинового материала
нуклеальная реакция 1754 .
хромированного материала 1746
— раствор мыльный метиленового синего
1742
— тигроидное вещество 1741—1755
Нитрат кобальта, см. Кобальт
азотнокислый
Нитробензол 852
Нитрогруппа 599
Нитропруссида раствор 1967
Новонал 104
Ногтей исследование 2273
Нож двойной 136
— микротомный 497
глубокого охлаждения 521
по Цетреусу 522

Предметный указатель
689
Нож микротомный держатель 494
наклон 498
салазки ножевые 494
объектные 495, 496
точка и правка 499
установка 498, 505
фацеточный шлиф 497
Нормальный раствор едкого натра 1159
соляной кислоты 680
уксусной кислоты 1159
Нормосаля раствор 121
Носа слизистая, исследование 2370—2376
Нохта окраска азур—эозином 1396
Нуайе дю масса для окантовки 819
Нуклеальная реакция, окраска 1233—1240
кератогиалина 2265
раздавленного препарата 938
ядрышка 951
по Фёльгену 1233—1240
Нуклеиновых кислот локализация 919
Нумаль 109
Нумерация предметных стекол 528
— целлоидиновых срезов 555, 556
Нумерическая апертура, см. Числовая
апертура
Обезвоженный спирт 380—383
Обезвоживание ацетона 217
— диоксана 355
— метанола 1326
— спирта 381
— хлороформа 408
— целлоидиновых срезов 831, 832
— эфира 448
— реактивами, ацетон после окраски 1403
фиксации 2317
бутиловый спирт 358
диоксан 353
кальций 381 '
хлористый 400
медный купорос 382
натрий 448
сернокислый 460
негашеная известь 381, 1326
—»— спирт после окраски 823—829
фиксации 364—375
Обезвоживания метод Овертона 145
Обезжиривание костей 1658
— органов 1477
— покровных и предметных стекол 98,1478
Обизвествленный хрящ 1581
Обкладочные клетки 2058, 2061, 2062
Обнаружение железа 1200—1213
в пигменте 1122
Оболочка желточная 2434, 2436
Обоняния орган 2370—2376
Обонятельный эпителий 2371
Обработка засохших препаратов 214
Образование желчи 2095
Обратимая желатиниэация 914
Обратимые образования 914
Обрегиа метод наклеивания 563
Обета окраска ядрышек 950
Обугливание 1196
Обучение технике окраски 622
Объектив 11
— для темного поля 54
— коррекционная оправа 18
— револьвер 11
44 в. Ромейс
Объектив санный 11
Объект-мпкрометр 84
Объектные салазки 495
Объектодержатель микротома 495
Овертона метод обработки расщепленных
препаратов 145
Огата метод серебрения 2219
Одонтобласты 1686
Оживление спермиев 2166
Озоления методы 1190—1199
Окайима хлорно-железистый лак
ализарина 752
Окаймленные клетки, кишка 2067, 2068
«Окаменения» метод 1671
Окамото метод обнаружения железа 1212
золота 1227
меди 1224
Окантовка 814—820
— бальзамом 815
— воском 820
— смесью бихромат калия—желатина 818
ланолин—канифоль 819
янтарный лак—цинковые белила 816
— целлулоидом 817
— эмалевым лаком 816
Окислительно-восстановительный
потенциал 1263
Окись меди, фильтр 44
— углерода, консервация 861
Оккельса фотометрический метод
измерения 907
Окончания нервные, см. Нервные
окончания
Окончатое предметное стекло 940
Окостенение 1651—1657
Окраска аджективная 605
— витальная, см. Прижизненная окраска
— влагалищных мазков 2449
— восковых моделей 894
— двойная 607, 706
— действие фиксации 610
— дифференцировка 604
— желатиновых срезов 478, 677
— желтка 2417
— метахроматическая, см.
Метахроматическая окраска
— микрохимическая 591
— множественная 607
— ненаклеенных, недепарафинированных
срезов 1752, 1955
— непрямая 605
— общее 590—609
— осмированных мазков 934
— перекрывающая 607
— пигмента 1124—1153
— приготовление красящих растворов 612
— прогрессивная 604
— прямая 605
— регрессивная 604
— структурная 1153
— субстантивная 605—607
— суправитальная, см. Суправитальная
окраска
— теория 591—603
— тотальная, см. Тотальная окраска
— фибрина, см. Фибрина окраска
— фиксация окраски 626
Окраски методы, см. по названиям
красителей и фамилиям авторов

690
Предметный указатель
Оксидазная реакция 1154—1161 Оранжевый G—рубин S 1653
быстрая 1380 Оранжевый G—эозин 661
в мазках крови 1377 Оранжевый G—эозин—толуидиновый си-
действие фиксации и вид красителя ний 726 >
1154 Оранжевый G—эритрозин—толуидиновый
по Винклеру—Шультце 1155 синий 727
Гиршфельду 1380 Оранжевый фильтр 49
Греффу 1157—1161 Органов мазки 1335
Оксипластин 724 — эксплантация 173
Оксифильные клетки, кишка 2067, 2070 Органы внутренней секреции 2188—2248
Окуляр 11, 13 гипофиз 2193—2209
— гониометрический 909 зобная железа (тимус) 2240—
— двойной 74 2244
— диафрагма 90 надпочечники и хромаффиновая
— измерительный 54, 55, 84—88 ткань 2210—2223
— компенсационный 13 островки Лангерганса 2224—
— компланатический 13 2231
— микрофотографический 77 шишковидная железа (эпифиз)
—- спектральный 76 2245—2248
— сравнительный 75 щитовидная железа 2232—2239
Окуляр-микрометр 90, 94, 900, 901 — дыхания 2108—2118
Оливейра окраска соединительной ткани окраска 2110—2113
1555 серебрение 2115, 2116
Олигодендроглии клетки 1844, 1861—1872 фиксация 2108, 2109, 2111, 2112
выявление по Глобусу 1867 Оригановое масло 390
— : Пенфилду 1868 для масляной смеси по Апати 460
Рио-Хортега 1861 Ориентировка при заливке 489—441
Секи 1872 > Орсеин для окраски хряща 1597
Омнихром (=хлорно-железистый лак али- — по Прантеру 1558
эарина) 752 Унна—Тенцеру 1656
Опак-иллюминатор 63, 64 Орсеин—водный голубой по Унна 1500,
Опаловый синий 2160 1501
Операционные раны 114 Орсеин—водный голубой—эозин 1290
Оплодотворение аскариды 2378—2388 Орсеин—гематоксилин, мышцы, сухожй-
— искусственное, амфибии 2405 лия 1716
- миноги 2389 Орсеин—синий полихром 2289
г- рыбы 2395 Орта литиевый кармин 636
— млекопитающих 2461 — фиксирующая смесь 247
— птиц 2427 Осадки после фиксации сулемой, удаление
Оправа объектива иэ нержавеющей стали 28 326, 327
Определение возраста человеческих эм- формалином, удаление 274
орионов 2469 хромовыми смесями 250
— концентрации ионов водорода 1258 Осадок гипса 312
— коэффициента преломления 801 Осветительный аппарат 31
—кривизны, дуг, углов 909 Освещение косое 33
— положения куриного эмбриона 2432 — по Кёлеру 42
— полюсов 41 — при микроскопировании 37, 82
—. размеров, площадей 899—908 наблюдении в темном поле 51
— точки плавления парафина 425 исследование клеток
— увеличения 84—89 крови 1313
— характера тока 41 ----пигментных клеток
Оптиколор-конденсор 50 1132
Оптимальная длина тубуса 17 Осевая нить, спермин 2168
Оптическая окраска 57 Осевой цилиндр, см. Нейрофибриллы
Оранжевый G 665 Осмиевая кислота 280—295
Оранжевый G—анилиновый синий—аз о- в смесях, по Альтману 974
кармин по Гейденгайну 1489 Венда 296
Оранжевый G—анилиновый синий—кис- Бенсли (Коудри) 973
лотный фуксин по Маллори 1486 '■ Верцбергу 1329
Оранжевый G—железный гематоксилин 665 '■ Витмааку 2365
Оранжевый G—кислотный фуксин—мети- Воронину 1288
ловый зеленый 721 Гелей 933
Оранжевый G—метиловый зеленый 1371 : Герману 293
Оранжевый G—метиловый зеленый—кис- Гольджи 1764
лотный фуксин 721 Кахалю 1769
Оранжевый Gr^-мети ловый зеленый—пир о- Колачеву 1009
нин 725 Копшу 1008
Оранжевый G—метил-эозин—водный голу- — Леви 2149
бой 2271 Максимову 338, 1390

Предметный указатель
691
Осмиевая кислота в смесях по Марки 1839
Мевесу 297
Метцнеру 2020, 2021
Флеммингу сильная 290,
291
слабая 292
Флеммингу—Гейтцу 1238
Шампи 298
с йодистым натрием
2046
выявление аппарата Гольджи 1007—
1018 • _
—. жира 1053
по Хёрру 1063
для изоляции ганглиозных клеток
1739 • -. -
эпителия 1273
— окраски клеточных структур по
О. Шультце 684
мякотных оболочек - по
О. Шультце 1831 .
фиксации клеток парами 285 ~
крови 1330
: культур тканей 176
мазков 932
спермиев 2170
— — заливка осмированных препаратов
981, 982
консервация кровяных пластинок
1314 - -
обработка препаратов, инъициро-
ванных желатиной 1982
образ действия 283
отбеливание 1013
приготовление раствора 280, 281
— применение для фиксации 284
растворимость 1057—1059
Осмиевая кислота, смеси 289
удаление иэ срезов 288, 983, 1013
Осмиевая кислота—азотная кислота 1283
Осмиевая кислота—бихромат калия 974,
2020
Осмиевая кислота—бихромат
калия—азотная кислота 2021
для выявления
мякотных оболочек по О. Шультце 1831
Осмиевая кислота—гематоксилин 684
мякотные оболочки 1831
Осмиевая кислота—йодистый натрий 2046
Осмиевая кислота—нитрат серебра 1284
Осмиевая кислота—пикриновая кислота-^-
уксусная кислота 316
Осмиевая кислота—пикриновая кислота-*-
уксусная кислота—хлористая платина
316
Осмиевая кислота—таннин 1288
Осмиевая
кислота—формалин—иод—уксусная кислота 1329
Осмиевыми парами фиксация 285
Осмотическое давление, фиксация 202
Основной уксуснокислый свинец 1408 ..
Основные красители 600, 689, 690
прижизненная окраска 772
Особые окуляры 72—78
Осязательные волоски 2279
— диски 2297
Отбеливание аппарата Гольджи 1013, 1014
— импрегнации серебром; 1814
— митохондриев 983
Отбеливание осмированных препаратов
983 , 1013
— пигмента 1114—1121
— по Альфиери 1121
Вератти 1121
Коппгу 1013, 1119
Коудри 983
.- Люстгартену 983
Майеру П. 1118
Палю 983
Штраусу 1117
Шульце П. 1120
— реактивами, диафанолом 1120
перекисью водорода 1116
свободным хлором 1118
смесью марганцовокислый калии-тг
щавелевая кислота 1121
перекись водорода—едкий
калий 1117
хлорноватистой кислотой 1119
Отливка для реконструкции 898
Отметка мелких объектов 438
Отолиты 2369
Отработанный спирт, очистка 384.
—* толуол, очистка 575
Отрицательный полюс, определение , 41
Охлаждение блоков по Bee 607
Очистка ацетона 217
— бензола .403
— метилового зеленого 699.
— оптики 20
— отработанного спирта 384
толуола 575 . .
— покровных и предметных стекол 97, 98,
животным углем 98
— стеклянных фильтров 126
— хлороформа 408
— эфира 448
Очковый конденсор 34
— темнопольный конденсор 65
Пайнтера уксуснокислый кармин 929
Палладий двухлористый 1982 . .
Палочек слои (сетчатка) 2350, 2351
Паля окраска мякотных оболочек 1826
Панетовские клетки 2067, 2070
П анкр атический конденсор 36
Pancreatinum siccum 1468
Паноптическая окраска кости 1644
по Паппенгейму мазков 1367
срезов 1403
Пансе метод для органа слуха 2361
Панхромная окраска по Паппенгейму,маз-
ков 1369
«г-. срезов 1405
— смесь Паппенгейма 1406
Панша метод инъекций клейстера 1988
Папа модификация метода Билыповского
1529
Паппенгейма окраска метиловым
зеленым—пиронином 723
— "— метиловым веленым—пиронином—
оранжевым 725
паноптическая 1367, 1403, 1644
панхромная 1369, 1405
раствором Кардоса 1370, 1371, 1407
— смесь метиловый зеленый—оранжевый
1371
— триацид 1375
44*

Предметный указатель*
Цапки для хранения препаратов 853
Параболоид-конденсор 52
Параганглии, исследование 2211
Парадипикриламин натрия 1215
Паракармин 643
Паралич мускулатуры сосудов 1973
Парами фиксация, см. Фиксация парами
Парафенилендиамин для мякотных
оболочек 1835
— по Винклеру--Шультцв 1154—1156
Парафин 390, 419
— определение точки плавления 425
— перегретый по Шпее 426
— примеси 427—429
— растворяющие жидкости 390
"— резка 504—507
— с воском 427
сорта 423
*— удаление из срезов 570—573
Парафин—лигроиновая заливка 417
Парафиновая заливка 432—441
. Борна—Петера 880
--в желатиновых капсулах по П. Майе^
ру 441
. ориентировка для реконструкции
* 880 •
• маленьких объектов 439, 440
— смесь по Альтману 427
• Ван-Вальзему 427
Кабшу 427
. Мак-Клунгу 428
« Ортону и Посту 430
Уотермену 429
Парафиновое масло 390
. для заключения препаратов 849
• иммерсии 25
как среда для наблюдения 915
Парафином пропитывание 419—422
• по Аллену 2175
Мевесу <яйца аскариды) 2385
Петерфи 392
• Позо 416
Прантеру 417
Парафин—целлоидиновая заливка 463—466
Параформальдегид 255
Паращитовидные железы 2189, 2190
Паренхиматозные инъекции по Фишеру
1992
Паровая-смесь Верцберга (для фиксации)
1329
Партеногенез 2387
Пастельса фиксация 1092
Патентованный голубой по Фотре 1177
Патологическая зернистость 1362
Патцельта метод выявления межклеточных
промежутков 2258
соковых путей 2258
----слизистой желудка 2059
> эпителиальных волокон 2262
Пачини окраска 1499
модификация Вальтера 1502
— тельца 2297
Дейеровы бляшки 2079
Денфилда метод импрегнации золотом
с сулемой 1853
— модификация метода Рио-Хортега 1868
Пепсин, переваривание 1467—1474, 1481,
1482
< ядер 939
Первичная дегенерация нервов 1842
Первичная (собственная) флуоресценция
'69, 70
Первичные трубочки кости 1658, 1663,
1668—1670
Первичный фосфат натрия 1159, 1944
Пердрау метод выявления соединительной
ткани 1883
Переваривание кусочков 1477
— нейроглии 1844
— пепсином, см. Пепсин
— трипсином, см. Трипсин
— ядер 939
Переваривания методы 1467
Перекись водорода 1171
для восстановления способности к
окрашиванию 630
отбеливания осмированных
препаратов 1013
пигмента 1116
как окислитель 670
— по Магнусу 1990
Перекрашивание 604
Переменный ток, определение 41
Перени фиксатор 322
Переноска срезов по Петри 853
с разбитого предметного стекла 853
Переца метод серебрения 1920
Пересадка культур тканей 163
на покровных стеклах 165
Перехваты Ранвье 1893
Перикард 1952
Перипланатический окуляр 13, 78
Периферические нервы 1884—1889
Перициты 1961
Перманганат калия для отбеливания
естественного пигмента 1121
. ' осмированных препаратов 983
при окраске мякотных
оболочек по Палю 1826
очистки ацетона 217
созревания гематоксилина 637
при серебрении по Бидыповскому
1525
Пероксидазные реакции 1171—1177
для клеток крови 1378
по Лизону 1176
Перья птиц, структурная окраска 1153
Перышки препаровальные 132 -
Петерсена мягкий целлоидин 512, 2288
— окраска кислотным ализариновым
синим 748, 1491
кости 1626
соединительной ткани 1491
Петерфи метод заливки 392
ориентировки 440
— микроманипулятор 153
— нагревающаяся влажная камера 175
Петля волосяная 132
Петри чашки для культуры тканей 166
окраски крови 1346
Петрункевича фиксатор 341
Печеночные клетки 2087
Печеночных ходов клетки,(улитка) 1267
Печень 2087
— гликоген 2094
— желчные капилляры 2094—2106
— звездчатые клетки 2091
— нервы 2093

Предметный указатель
693
Печень соединительная ткань 2090
Печь для сжигания 1196
Пигменты 1109—1163
— автогенные 1109
— аллофоры 1147—1149
— аргентаффинность 1129
— аргирофилия 1131
— выявление допа-реакцией 1178
железа 1122
— гематогенные 1109
— гематоидин 1136
— гемосидерин 1136
— гуанин 1160—1162
— гуанофоры 1160—1152
— изнашивания 1137
— иридоциты 1150
— каротин альбумины 1146
— каротиноиды 1142
— крови 1109, 1134
— ксантофоры 1143
— лейкофоры 1150
— липофоры 1143—1145
— липофусцин 1137
— липохромы 1142
— лютеин 1142
— малярийный 1109
— меланин 1138—1141
• пропигмент 1139, 1178
— меланофоры 1140, 1141
— окраска генциановым фиолетовым 1126
нейтральным красным 1124
по Кону 1124
Ромейсу 1127
Фолькману 1126
полихромным метиленовым синим
1127
— отбеливание 1114—1121
— различение 1110, 1111
— растворенные в жирах 1142
— растворимость 1112, 1113
— фиксация 1110
— эритрофоры 1143
Пйкворса метод выявления сосудов 1967
Пикриновая кислота 300
действие на эмалевые призмы 1679
для декальцинации 1620
дифф ер енцир овки 991
окраски 707, 713
фиксации 300—304
смеси для окраски, пикриновая
кислота—кармин 713
— пикриновая кислота—спирт
по Метцнеру 991
пикриновая
кислота—тиазиновый красный 707, 710, 1509
пикриновокислый аммоний
1939, 1940
. пикриновый сине-черный
1505
пикро-индиго-кармпн 715—
пикро-индиго-кармин—
маджента 716
пикро-нигрозин 1506
пикрофуксин по Ван-Ги-
эону 708
Вейгерту 709
Ганзену 709
- : Фигу 707
Пикриновая кислота, смеси для фиксации,
пикриновая кислота—азотная кисло-
та 313
для
декальцинации 313, 1620
пикриновая кислота—
бихромат аммония 1518
пикриновая кислота—дио-
ксан—спирт —ледяная уксусная
кислота 357
пикриновая . кислота-
осмий — хлористая платина уксуснаа
кислота 316
пикриновая
кислота—осмий—уксусная кислота 316
пикриновая
кислота—серная кислота 312
пикриновая кислота-
спирт—формалин—уксусная кислота ЗОЯ.
пикриновая
кислота—сулема 314
пикриновая
кислота—сулема—ледяная уксусная кислота 314
пикриновая
кислота—сулема—осмиевая кислота 316
пикриновая кислота—су*
лема—формалин—ледяная уксусная кис*
лота 335
пикриновая кислота—три-
хлоруксусная кислота—формалин 347
пикриновая кислота —
уксусная кислота 238
пикриновая кислота-тг
уксуснокислая
медь—формалин—ледяная уксусная кислота 309
пикриновая
кислота—формалин—ледяная уксусная кислота 305s
306
Аллена 310
Бовери 2381
— Буэна 305
Голланда 309
Дюбоск-Бразиля 308
Клейненберга 312
Ланжерона 307
Майера П. 313
Михаэлиса 315
Пфуля 335
Рабля 314
Рата 316
Шаффера 314
Штиве 347
Пикриновокислый аммоний 626, 1939,
1940
Пикриновый сине-черный 1505
модификация Бауцмана 2416
Пикро-нигрозин 1506
Пикрофуксиновый метод 708
Пилокарпин 2016
Пинеальные клетки 2247
Пинцет расщепляющий 133
Пиридин как примесь формалина 260
Пиридин—парафиновая заливка 459
Пиридин—серебро, импрегнация по Агду-
ру 1792
Билыповскому 1788—1790
1909 .;
Буке 1912
: Валлярту 1913 .: [

Предметный указатель
Пиридин—серебро, импрегнация по Сцат-
•Ъари 1794
Пиридин—целлоидиновая заливка 459
Пировинограднокислый натрий 1944
Пирогалловая кислота, нейрофибриллы
"1798
реакция на известь 1637
Пйронин—метиловый зеленый 723
для допа-реакции 1178
клеток крови 1416
— плазматических 1416
Х± — слизистой кишечника 2084
срезов ткани 723, 724
Пйронин—таннин—виннокаменная
кислота, ганглиозные клетки 1752
Пирроловый синий 769
Питательные среды естественные 167—
; 161, 166—168
— искусственные 170
Пйтуициты 2206
Пицеин 864
Пипшнгёра метод определения изоэлектри-
ческой точки 1264
окраска ганглиозных клеток 1748
<— плазмалевая реакция 1242, 1244
Пищевод 2051
Плазма как среда 166—168
Плазмалевая реакция 1242
— — для мякотных оболочек 1897
Плазмалоген 1241
Плазмаля окраска в целых кусочках 1246
Плазматические клетки 1412—1416
— — окраска метиловым-
зеленым—пирожником 1416
' : полихромным метил еновым синим
\1412
Планахромат 12
Планиметр 906
Планмонохроматическая иммерсия 24
Пластилин для реконструкции 897
Пластинка измерительная 84
Пластинки гипсовые, поляризация 1039
— для заливки 432
— желатиновые для реконструкций 897
— целлулоидные для препаратов 863
Пластиночного моделирования метод 878
Пластиночных диаграмм метод 877
Пластическая реконструкция 878
Пластоид 866
— инъекции 1985
Пластосомы, см. Митохондрии
Платина хлористая, см. Хлористая
платина
Пленочный препарат 1483—1485
Pleurosigma angulatum 30
Плоский эпителий 1292
Плоское зеркало 6
Поваренная соль—нейтральный красный
1456
Поваренная соль—соляная кислота,
декальцинация 1617
Поваренная соль—сулема 332
Поваренной соли раствор,
физиологический 118
Поверхностные клетки желудка- 2057
— препараты но Вольфу 869
Пограничные влагалища кости 1646
изоляция 1647
Погружной способ пропитывания 407
Поджелудочная железа 2039—2045
Лангергансовы островки 2224—2239
Подкисление растворов красителей 659
Подкожная клетчатка 2288—2297
Подмышечные железы 2294
Подсчет клеток й ядер 90
двуядерных 908
— кровяных пластинок 1450
по Ленгенхаггеру 1452
Фониб 1450
— лейкоцитов 1446
— нервных волокон 1900
— ретикулоцитов 1451
— эритроцитов 1444 '
Позитивное серебрение роговицы по
Ранвье 2329
Покровные стекла 94—100
для культуры тканей 156
— .— замена-желатиной 822
слюдой 94
- целофаном 95
очистка 97
Покровных стекол толщина 18, 19
Покрывание препарата 138
Покрышки Кнолля 156
Полезное увеличение 16
Полисахаридная реакция Бауэра 1104,
1105
для выявления гликогена 1104
окраски слизи 2037
Полихромазия эритроцитов 1376
Полихроматические эритроциты 1306
Полихромный метиленовый синий для
окраски гипофиза 2202
— плазматических клеток
1413
тучных клеток 1413
щитовидной железы 2237
Полихромный метиленовый
синий—карболовый фуксин 1389
Полихромный метиленовый синий—таннин
2237
Половой цикл 2446, 2447, 2453, 2454, 2456
Половозрелость крыс 2453
— мышей 2447
Половые органы 2142—2187
женские 2143—2161
матка 2157—2161
яичник 2148—2155
---яйцеводы 2156
мужские 2163—2187
бульбо-уретральная железа 2187
семенник 2173—2185
; спермин 2163—2172
Положительный полюс, определение 41
Полуапохроматы 12
Полуторахлористого железа раствор 678
Пользование микроскопом 20
Полюса определение 41
Полюсная бумага 41
Поляризационный микроскоп 60—62
— исследование 1039, 1074
— фильтр Бернауэра 61
Поммера метод выявления ранее обизве-
— ствленных мест на декальпинированном
препарате 1633
Поперечнополосатая мускулатура 1690—
1720
Поперечный микротомный нож -506 -

Предметный указатель
695
Портландский цемент для отливных
моделей 898
Последующая обработка ненаклеенных
срезов замороженных 471, 525
~ — — масляно—целлоидиновых 585
парафиновых 577
спирт—целлоидиновых 584
целлоидин—парафиновых 588
фиксированных препаратов 353—
390
Постоянный ток, определение 41
Поташ, см. Углекислый калий
Потенциал
окислительно-восстановительный 1263
Потенциометрический метод определения
концентрации водородных ионов 1262
Почки 2119—2141
— выявление клеточных границ 2129
уратов и мочевой кислоты 2134—2140
эпителия 2128
— изоляция азотной кислотой 2123
соляной кислотой 2121
— кроющие клетки 2128
— посмертные изменения 2120
— прижизненное наблюдение 2119
окрашивание 2119, 2124
— свежий препарат 2119
— соединительная ткань 2130
— флуоресцентная микроскопия 2119
— фиксация 2126, 2127, 2129, 2133, 2135—
2138
' — щеточная каемка 2120
— эпициты 2128
Правка микротомного ножа 499
— бритвы. 135
Прантера метод заливки 417
— окраска эластина 1558
Предварительное золочение 1784
.« — серебрение 1280
Предметные стекла 93
кварцевые 66
надписывание 528—532
обезжиривание для препаратов
крови 1295
*— переваривания 1477
очистка 97, 98
Предметный столик 9
нагревательный 175
Преломления коэффициент 801
Премуциновые гранулы 2022
Препарат живой 146—151
Препаратотека 853
Препараты засохшие, восстановление 214
—- мазков крови 1317
окраска генциановым фиолетовым
937
опаловым синим 2167
сафранином—световым зеленым
936
— уксуснокислым кармином 927
органов 925, 1335 '
спермиев 2167
фиксация нагреванием 1328
метиловым спиртом 1325
. осмиевой кислотой 932, 2170
смесью
иод—формалин—осмиевая кислота 1329
— на покровных стеклах для
исследования крови 1318
Препараты на покровных стеклах,
окантовка 814—821
— сухие 867
— хранение 853
Препаровальные перышки 132
Препаровальный сменный конденсор 55
— стереоскопический микроскоп 79
— темнопольный конденсор 55 . .
Приготовление мазков 925
— растворов красителей 612
Прижизненная окраска ализарином 789.
амилоида 797, 1575
аппарата Гольджи 1002—1006
бисмарком коричневым 772
введение красителей 759
витальным шарлахом VIII 830 .
гипосульфитом 785
глаза 2307
двойная 783, 786
действие света 765
жира 795, 1033—1035
зародышей млекопитающих 2464
кармином 770
конго красным 797
кости 796, 1601
краппом 796, 1601
культур тканей 174
литиевым кармином 770...
локальная 790
метиленовым синим 784
митохондриев 967, 780—783
нейтральным красным 772
непрямая 798
нервных волокон 1884
нервов 1928—1946
нильским голубым сернокислым 776,
778, 779
общее 754—761
пигмента 2029
пирроловым синим 174, 769
ретикулоцитов 1305, 1306
Суданом 795
сульфоализариновокислым натрием
796
сульфокпслотными красителями 798
тиенилхинолинкарбоновой кислотой
799
типы красителей 761
: трипановым синим 174, 762—768;
1603
центральной нервной системы. 1738
цитоплазмы 924
эластина 797
элективная беспозвоночных 788, 789
эргастоплазмы 1000
ядер 920—923
яиц млекопитающих 2464
янусом зеленым 174, 780—782
янусом зеленым—нейтральным
красным 783
янусом черным 174, 178
ярким витальным красным 2464
крезиловым синим 1305, 1306,
2307
фиолетовым 2464
Прижизненной окраски фиксация
жидкостью Буэна 766
Ромейса 346, 766
Штиве 766

696
Предметный указатель
Прижизненной окраски фиксация молибде-
новокислым аммонием 1936
парами иода 178
пикриновокислым аммонием 1936
: смесью бихромат
калия—молибденовокислый аммоний—уксусная кисло- *
та 791
— пикриновокислый аммоний—
йодистый аммоний 1945
сулема—формалин—трихлор-
уксусная кислота 766
Ценкера 792, 793
сулемой 787
формалином 766
Прижизненное наблюдение безмякотных
нервных волокон 1884
Прижизненные артефакты 914
Призмы эмалевые, см. Эмалевые призмы
Прикрепление объекта на микротоме
495
— парафиновых блоков 482
— целлоидиновых блоков 484
Примеси парафина 427
Приобретение микроскопа 91
Приспособление для одновременной
обработки нескольких препаратов по Гаузе-
ру 582
т- i— Неймейеру 582
Пробная пластинка Аббе 29
Проводящая система сердца 1719, 1720
Прогрессивная окраска 604
Продолжительность пропитывания
парафином 419
целлоидином 450
— фиксации 1329
Проекционно-рисовальный аппарат Эдин-
гера 83
Промежуточная доля гипофиза 2203
Промежуточные жидкости 390
— клетки 2176
Промокательная бумага для
реконструкции 897
Промывка 360
— приспособления 361
— срезов 583
Проникновение раствора целлоидина 451
Пропиловый спирт для обезвоживания
препаратов 387 ч
целлоидиновых срезов 832
фиксации 231
отношение к промежуточным
жидкостям 390
Пропитывание, общее 388, 389
— желатиной 467—471
— метилбензоатом 392
— парафином 419
подготовительная среда 391, 392
— смесью бензол—парафин 418
— целлоидином 450
и парафином 463
Пропитывающая окраска 593
Просветление по Аурелю 852
Люндваллю 1596
Шпальтегольцу 854
— — О. Шультце 1657
— срезов 852 "
очень толстых 1657
препаратов кости и хряща 1596
— эмбрионов 854—856
Протоплазма, окраска в клетках крови
1384
— прижизненная окраска 924
— структуры 957—965
Протрава для глии по Вейгерту 1822
— окрашивание 606
Протравные красители 731—752
Проэритроциты 1306
Прямая окраска 605
Птиц перья, структурная окраска 1153
— яйца, см. Яйца птиц
Пузырь желчный 2107
— мочевой 2141
Пульпа (зубы) 1686
Пункция грудины 1420—1423
иглы 1421
техника 1422
Пунцовый S 708
Пунцовый—фуксин 1498
Пупочный канатик 1461
Пуриновые основания 2139
Пуркинье нити 1719, 1720, 1951
Пурпур зрительный 2352
Пурпурин 743
— выявление извести 1219
Пурпурин-карбоксиловая кислота 1602
PFA3 смесь Аллена 311 v
Пфуля метод заливки в
целлоидин—парафин 466
наклеивания
целлоидин—парафиновых срезов 554
— фиксатор 335
Рабля К. метод выявления кальция 1217
Рабля Г. фиксаторы 314, 317, 318
Радием облучение лимфоидной ткани 2000
Радужная оболочка 2337—2339
Разбитое предметное стекло, перенос
срезов 853
Разведение спирта 377
Разветвленные гладкие мышечные клетки
1721
Развитие волос 2278
Размера определение 899—909
Размягчение после формалиновой
фиксации 277
Разрешающая способность 16, 33, 66
Рамка для заливки 432
Рамон-и-Кахаль, см. К ах ал ь
Ранвье кресты 1893
— метод золочения 1906, 2331
обработки обонятельной области
2376
органа слуха 2367
— роговицы 2328, 2330
серебрения 1280
частичного подсушивания 1454
— перехваты 1885, 1891—1893
— спирт в треть 1270
Рансона метод серебрения 1812
Раскрашивание восковых моделей 894
Расправление срезов 535, 537—540
парафиновых 535, 538—540, 544г
546, 547, 551
целлоидин—парафиновых срезовб^З,
554
Расслаивание соединительнотканных
оболочек 1485
Раствор Гимза, см. Гимза раствор

Предметный указатель
697
Раствор желатины по Геринга 472
— полуторахлористого железа 678
— физиологический поваренной соли 118
Растворы индикаторов 1260
Растирание материала 130
Расщепленные препараты 128—130
Расщепляющий пинцет 133
Рата смеси 316
Рвотный камень, фиксация анилиновых
красителей 627
Реакция альдаминовая 1167—1170
— бензидин-пероксидазная 1171, 1378
— диазосоединения 1256
— ксантопротеиновая 1247
— на белок, см. Белковые реакции
железо 1205
лабильные оксидазы 1157—1163
— плазмалевая, см. Плазмалевая реакция
— пероксидазная, см. Пероксидазная
реакция
— с индофеноловым синим 1154
по Винклеру—Шультце 1155
— тирозиназная 1181
— Фёльгена 1233—1240
Реберный хрящ 1590
Револьверная диафрагма 7
Рего метод окраски 988
фиксации митохондриев 976
Регрессивная окраска 604
Регулятор, см. Терморегулятор
Резка 504—525
— бритвой 134
— лент 505
— на микротоме 504
замораживающем 513—524
ножом глубокого охлаждения
524
— при заливке в желатину 469
парафин 505—507
целлоидин 510
— хрупких объектов 2413
Резорцин, окраска нервов 1944
Резорцин—генциановый фиолетовый 1565
Резорцин—генциановый
фиолетовый—азокармин—нафтоловый веленый 1565
Резорцин—генциановый
фиолетовый—нафтоловый зеленый 1565
Резорцин—Ауксин 1560

Резорцин—фуксин—азофлоксин—оранжевый—световой зеленый 1564
Резорцин—фуксин—азофлоксин—световой
зеленый 1565

Резорцин—фуксин—гематоксилин—пикриновая кислота—кислотный фуксин
1563
Резорцин—фуксин—пикриновая кислота—
тиазиновый красный 1563
Резорцин—фуксин—пикриновая кислота—
фуксин 1563
Резорцин—фуксин—шарлах R 1566
Реконструкции методы 870—898
«Рекорд» шприц 1969
Рёля метод выявления кальция 1640
Ремень для правки 135
Рентгеновское облучение вилочковой
железы 2243
лимфоидной ткани 2000
Рентгеновская фотография при
реконструкции 889
Реотаксис спермпев 2165
Рептилий кожа 2304
— яйца 2419—2426
Ресничное тело 2340—2342
Рётига метод докраски мякотных оболочек
1830
инкубации яиц рептилий 2420
фиксации 2425
Ретикулоциты 1305
— окраска по Гиршфельду 1306
Сейфарзу 1305
Холболлу 1306
— подсчет 1451
Ретикулярная ткань, выявление клеточным
методом 1998
методом встряхивания 1999
окраской 1517
лучами Рентгена 2000
перевариванием 1467—1482
серебрением 1517—1542
серебром с таннином 1543—
1555
отношение к реагентам 1466
Ретикулярной ткани изолированной
выявление 1998—2001
Ретциуса линии 1677
Решетчатые волокна 1460
в культурах тканей 185
выявление по Ачукарро 1544
Билыповскому 1525
Вильдеру 1536
Вольтерра 1549
Гёмёри 1533
Лягессу 1537
Оливейра 1555
Папу 1532
Рио-Хортега 1546—1554
печени 2090
селезенки 2006
Рибберта окраска соединительной ткани
1514
модификация Гютера 1514
— прижизненная окраска кармином 770
Рингера раствор 119
Рингера—Льюиса раствор 783
Рио-Хортега аммиачный раствор
азотнокислого серебра 1551
— клетки 1844, 1864
— креозотовая смесь 1868
— метод выявления астроцитов 1859
волокон 1546—1555
глии 1857—1863
— микроглии 1864
олигодендроглии 1861
импрегнации эпифиза 2247
окраски глии и железа 1865
жиров 1865
протоплазматической глии 1859
— раствор углекислого серебра 1554
для астроцитов 1860
сильный 1862
слабый 1863 *
1927 года 1866
Рисовальный аппарат Аббе 82 -
Эдингера 83
Рихарда дестилляционный аппарат 1521
Роговица 2320—2335
Роговичный микроскоп 150
Роговое вещество 2271

Предметный указатель
Роговое вещество, размягчение его 2300—
• 2304
Родамин 2270
— В, прижизненная окраска жира 1033
митохондриев 967
цитоплазмы 924
Роданистый аммоний 1945
— водород 1210
— калий 1211
Родановая проба на железо 1210
по Шмельцеру 1211
Роджерса метод серебрения 1926 -
Розанилин солянокислый 955
Ролле метод золочения 1701
Романовского окраска 1357
Ромейса исследование нейрогипофиза 2205,
2206
— коллоидный раствор Судана 1048
— окраска жира 1048
крезаэаном 2198
хряща 1585, 1586
— питуициты 2206
— резорцин—фуксин, приготовление 1561
— фиксатор 346
Ротовая полость 2046—2049
Ротовой полости слизистая 2046
Ртутно-кварцевая горелка 68
— лампа 68
Ртуть азотнокислая для осаждения
мочевины 2139
— обнаружение 1228
— хлористая, см. Сулема
Рубашкина метод наклеивания 557
Рубеанововодородная кислота 1224
Рубин (=фуксин) 701
Рубин S (= кислотный фуксин) 665,
707
Рубин S—оранжевый 1653
Руже клетки 1961
Рупприхта окраска клеток кости 1645
Русский метод наклеивания 557
Рутений красный 1512
Руфигаллол 738
Рюитера метод наклеивания 547
Савини окраска липоидов 1381
Салазара метод импрегнации железом с
таннином 2155
Салазки объектные 495
Салициловая кислота—бальзам 844
Салициловокислый кальций—формалин,
обнаружение мыла 1072
Салол 851
Сальные железы 2292
Ч^андарак—диоксан, смесь для заключения
851
Санный микротом 492—496
^Санфеличе фиксатор 944
Сарколемма 1694, 1714
Саркоплазма 1703
Саркосомы, окрашенные 1695
— свежие 1692
-Сафранин 691
— для окраски слизи 2033
— по Бабесу 694
— — Винивартеру 692
Герману 2179
Флеммингу 693
Шубергу 695
Сафранин—водный
голубой—орсеин—эозин 1290
Сафранин—генциановый фиолетовый 2179
Сафранин—генциановый фиолетовый—
оранжевый 961
Сафранин—пикро-индиго-кармин 718
Сафранин—световой зеленый по Венда 952
Сафранин—толуидиновый синий, окраска
хромаффиновых клеток 2217
Сахар для консервации 862
— виноградный 1944
— выявление 1108
— раствор для наклеивания 563
Сахарно-формалиновая смесь по Билыпов-
скому 1791
Светлые мускульные волокна 1702
Свежий препарат 116, 127
растирание 130
- расчесывание 129
расщепление 128
Свертывание плазмы 157
предохранение от свертывания 159
Свет инфракрасный 757
Светло-темнопольный конденсор 53, 55 .
Световой зеленый 665
Световой зеленый—кармин 936
Световой зеленый—сафранин 952
Светофильтр, см. Фильтр
Свинец, выявление 1225, 1231
— муравьинокислый 1775
— уксуснокислый основной 1408
Свинцовое отравление, базофильная
зернистость 1376
Свинцом импрегнация по Кронталю—Кор-
нингу 1775
Свиньи эмбрионы 2468
Сегаля кольца 1921
Сегнетова соль—формалин смесь 1791
Седиментации способ 1279
Сейфарза окраска ретикулоцитов 1305.
Секи гематоксилин 986
— железный ализарин—анилин—фуксин
998
.— кислотный фуксин 993
— метод заливки в метанол—целлоидин
— 457
импрегнации глии 1872
Секреторные капилляры 2044
Селезенка 2004—2008
.— капилляры 2007
— окраска 2006
— фиксация 2005
Семенник 2173—2185
— интерстициальные клетки 2176
Семпера способ приготовления сухих пре-
. паратов 867
Сент-Джиордьи фиксатор 2317
-Сердечная мышца 1718, 1949
Сердечные нервы 1953
Сердце 1947—1953
— проводящая система 1719, 1720
Серебра аммиачного раствор, см.
Аммиачного серебра раствор
— бихромат 2102
— диаминогидроокись 1536
— диаминокарбонатный раствор 1536
— окиси раствор по Кахалю 1854
— осадков удаление 1542, 1819
— раствор по Фонтана 1129

Предметный указатель
699
Серебра углекислого раствор но Рио-
Хортега для астроцитов 1860
метода 4927 года 1866
олигодендр оглии,
сильный 1862
слабый 1863
, соединительной ткани
1554
— удаление полное 1542
— хромовокислого раствор 1555
Серебрение, см. Импрегнация серебром
Серебро азотнокислое, см. Азотнокислое
серебро
Серебро—желатина, выявление эндотелия
1963
«Серебряная реакция» базально-зернистых
клеток 2077
Серийные срезы 505, 526
наклеивание их 526, 527
Серная кислота для выявления кальция
1218
липохрома 1142
заливки в целлоидин 450
— исследования пигмента 1112
очистки стеклянных фильтров
126
стекол 97
употреблявшегося толуола 575
эфира 448
приготовления фильтра дневного
•света 44
фиксации 312
холестериновой реакции 1079
Серная кислота—бихромат калия, очистка
стекол 97
Серная кислота—ледяная уксусная
кислота, холестериновая реакция 1079
Серная кислота—пикриновая кислота,
фиксация 312
Серная кислота—формалин, обнаружение
холестерина 1081
Сернистая кислота для декальцинации 1615
мацерации 1696
Сернистокислыи калий—щавелевая
кислота по Палю 1826
— натрий, сохранение осмиевого чернения
286
Сернистый аммоний для выявления железа
1204, 1209
калия 1214
приготовление 1204, 1209
— барии, удаление волос 113
— кальций, удаление волос 113
— стронций, удаление волос 113
Сернистым свинцом импрегнация 1775
Серноватистокислый натрий, см.
Гипосульфит
Сернокислый натрий, см. Натрий
сернокислый
— окисножелезный аммиак, см. Железные
квасцы
Сероуглерод 390, 409
Сетчатка 2347—2356
— влияние света и темноты 2351,2352
— выявление нервных и глиальных
элементов 2354—2356
— фиксация 2347, 2348, 2350
Сеть замыкающих пластинок 672, 674,
1286 . . .
Сжатие при фиксации 201
Сиена-оранжа раствор 1215
для выявления калия 1215
- гладкой мускулатуры 1731 .
эритроцитов 1417
Симпатическая иннервация желез 2046
Симпатические ганглии 1737, 1802
Синапсы 1945
Сине-черный 1505
Синий BZL 1051, 1841
— полихром 1415
Синий полихром—оранжевый 2290
Синий полихром—орсеин 2289
— фильтр 47, 49
Сита для промывки 361
Сифон Маиса 1279
Скелет хрящевой, тотальный препарат
1596
Скелетные мышцы в состоянии
сокращения 1705
Скипидар 390, 416
— берлинский синий 1989
— венецианский 139
— как промежуточная среда 414, 416
Склеивающее вещество (эмаль) -1679
Склера 2336
Склянка для бальзама 839
Скорость диффузии не водных жидкостей
197
Скрытое железо 1208—1213
Слезные железы 2358
Слизи окраска гематоксилином Дела-
фильда 2029
молибденовым 2023
мукгематеином 2028
- муцикармином 2025
по Бехеру 2035
— Вейгерту 700
Джизетти 2033
Клара 2086
Ленеру 2036
— Массону 2027
Майеру П. 2025, 2026
Метцнеру 698
Фейртеру 2034
Шафферу 2187
полисахаридной реакцией 2037
сафранином, тионином или толуиди-
новым синим 2033
целестиновым синим 2035
— фиксация по Метцнеру 2020
Шафферу 2022
Слизистая носа, исследование 2370
— полости рта 2046
Слизистые гранулы 2018—2022
— железы 2018
Слонимского метод выявления сосудов 1965,
1966
Слуха орган 2359—2369
выявление отолитов 2369
окраска 2368
фиксация 2362—2366
Слюда, покровные стекла 94
Слюды пластинки 552
Слюнная реакция на гликоген 1097
Слюнные железы 2011—2046
— тельца 1268
Смазывание микротома 508
Сменный конденсор 53, 55

700
Предметный укавателъ
Смеси с бихроматом калия, см. Бихромат
калия в смесях
Смеситель, взятие крови 1442
Смиса—Дитриха окраска липоидов 1086
Смола даммаровая, см. Даммаровая смола
Собственное увеличение 14
Собственная флуоресценция 69
Согревательная пластинка для
расправления срезов 539
Согревательный предметный столик 175
Соды раствор для переваривания 1475
стерилизации 156
Соединительная ткань 1454—1561
аргентофильная 1517
исследование методами
переваривания 1467—1482
свежего препарата 1454—1466
коллагеновая 1454—1462, 1483—
1555
окраска красителями, азан 1489
азокармин—анилиновый
синий—оранжевый 1489
азофлоксин 664, 1498
ализарин-виридин 746
ализариновый красный S 746
анилиновый
синий—оранжевый—кислотный фуксин 1486
водный
голубой—орсеин—эозин—кислотный фуксин 1499
гематоксилин—кислотный
фуксин—анилиновый синий 1496
— кислотный ализариновый
синий 1491
кислотный
фуксин—оранжевый—световой зеленый 1494
кислотный
фуксин—пикриновая кислота по Ван-Гйзону 707

модификация Вейгерта 708
: Ганзе-
на 709
Кур-
тиса 708
нафтоловый черный 1511
орсеин 1556
пикриновый сине-черный 1505
пикро-нигрозин 1506
резорцин—фуксин 1560

резорцин—фуксин—пикриновая кислота—фуксин 1563
резорцин—фуксин—шарлах R
1566
суконный прочный желтый
712
тиазиновый
красный—пикриновая кислота 710, 1509
фосфорновольфрамовая
кислота—гематоксилин 1514
хлорное золото—сулема 1882
хромовая
кислота—гематоксилин 15Ц
хромотроп 2R 1507
ядерный прочный красный
745
— ядерный прочный красный— .
анилиновый "синий—оранжевый 1492
по Ачукарро 1544
Бехеру 746
Билыповскому 1525—1530
Соединительная тканв, окраска по Бионди
1882
Валлярту и Уэтту 712, 1497
Вальтеру 1502
Ван-Гизону 708
Вейгерту 708, 660
Вильдеру 1530, 1632, 163$
Вольтерра 1549
Ганэену 709
Гейденгайну 1489
— — Гейденгайну—Нейберту 1509
Гёмёри 1533
Гольднеру 1498
Горновскому 1563
Гютеру 1514
Домагку 1492
Каллейа 715, 1508
_ Кларфельду 1545
Когаши 1504
Кроссмону 1494
Куртису 708
Лягессу 1537
Лейдлоу 1532
Мал л ори 1486
Массону 1496
Оливейра 1555
Папу 1529
Пачини 1499
Пердрау 1883
Петерсену 1491
Рейзингеру 1493
Рибберту 1514
Рио-Хортега 1546—1554
С ал аз ару 2155
Тенцеру—Унна 1556
Фолькману и Штраусу 1565 .
Футу 1531
отношение к реагентам 1456—1458
ретикулярная 1460
серебрение по Ачукарро 1544
Билыповскому 1528—1530>
Вильдеру 1536
Вольтерра 1549
Гёмёри 1533
Кларфельду 1545
Лейдлоу 1531
Лягессу 1537
Оливейра 1555
Папу 1532
Пердрау 1883
Рио-Хортега 1547—1554
Футу 1531
студенистая 1461
хромофильная 1508
хромофобная 1508
эластическая 1463—1466, 1556—
1561
Соединительнотканный хрящ 1595
Созревание аммиачного кармина 1778
— гематоксилина 647—649
ускорение по Ганзену 669, 681
П. Майеру 649, 651
Унна 670
— яиц амфибий 2404
Соль карлсбадокая, консервация 860
— поваренная, см. Поваренная соль
Соляная кислота аптечная 638, 679
для декальцинации 1617, 1618
с поваренной солью 161Т

Предметный указатель
701
Соляная, кислота для дифференцировки
после гематоксилина 656
кармина 634
реакции на железо 1206
—.— нормальный раствор 680, 1235
Сомнифен 1689
Сосочки языка 2047
Сосуд для заливки в целлоидин 455
Сосудистая оболочка глаза 2340—2342
Сосуды, выявление бензидиновым методом
1966, 1967
вдуванием воздуха 1990—1993
инъекцией желатины 1979—1984
каучука 1987
клейстера 1988
пластоида 1985
туши 1977, 1978
— кровеносные, см. Кровеносные сосуды
— методы инъекций 1968—1989
— окрашивание 1966, 1967
— прижизненное наблюдение 149, 1439
— серебрение 1963, 1964
— фиксация 1958—1961
— эндотелий 1963
Сохранение естественного цвета по Иоресу
860 *
Кайзер л ингу 858
— осмиевого чернения 286
Спайная линия, кость 1626
Спектральный окуляр 76
Сперматогенез 2177—2185
Спермин 2163—2171
— выявление по Цейгеру 2167
Спермин, жидкость для сохранения
живыми 2166
— мацерация 2168, 2169
— суправитальная окраска 2166
— фиксация 2170, 2171
Спинальные ганглии 1737
Спинной мозг, см. Нервная система
Спиральные структуры хромосом 930
Спирт бензиновый 390, 848
. —; бутиловый, см. Бутиловый спирт
— изобутиловый 358:
— изопропиловый 387, 390
— метиловый, см. Метанол
— пропиловый, см Пропиловый спирт
— этиловый абсолютный, см.
Абсолютный спирт
в треть по Ранвье 1008, 1270, 1722,
— 1739, 1930, 1966, 1961
денатурированный 386
заменители 386, 387
иодированный 327
обезвоживание 381
объектов 364—374
определение концентрации 376
отношение к промежуточным
жидкостям 390
очистка 384
проба на чистоту 383, 385
разведение 377
фиксация 218—220
Спирт—азотная кислота, декальцинация
1614
Спирт—бензол 370
Спирт—ледяная уксусная кислота 225
кирлота—хлороформ 226
•Спирт—-осмиевая кислота 1106
Спирт—соляная кислота, дифференцировка
634
Спирт—сулема 330
Спирт—толуидиновый синий для окраски
хряща и кости 1596
Спирт—формалин 228
Спирт—формалин—ледяная уксусная ки->
слота по Шеурингу 2298
Штиве 2159 ,
Спирт—формалин—пикриновая кислота
2311
Спирт—хлористый цинк 229
Спирт—хлороформ по Секи 454
для уплотнения целлоидина 454
Спирт—хлороформ—ледяная уксусная
кислота 226
Спирт—целлоидин, заливка 450
по Апати 450
Цаху 457
наклеивание срезов 555
насадка блоков 484
последующая обработка срезов 584
резка 510
Спирт—эфир 443, 450
для заливки в целлоидин 460
фиксации крови 1327
Спирт—эфир—целлоидин для фиксации
230
Спирта удаление 392, 393
Спиртовый раствор борного кармина 634
йодистого калия 327
Сподограмма (озоление) 1190, 1191 '
Спонгиолин 1672
Спонгиоплазма 964
— клеток крови 1384
Способность к окрашиванию, востановле-
ние 630
Способы наклеивания, см. Наклеивание
Спримолоидный лак 552, 853
Сравнительный микроскоп 57
— окуляр 75
Среда для заключения проекционных
препаратов 838
культур тканей 157—162
Срезов озоление 1190—1199
— окраска 608
— переваривание по Бьоркенгейну 1478
Гелю 1479
Джексону 1480
— расправление 535, 537—540
— толщина 496
— электризация 506
Стабилит 482
Стабильные оксидазы 1154, 1155
Стаканчики для окраски 623
Старческие друзы 1880
Старческий пигмент 1137
Стеарин—парафин—воск 427
Стекловидное тело 2316
Стекло кварцевое 66
— увиолевое 68
Стеклянные пластинки для
реконструкции 877
Стереоскопическая камера 81
— насадка 72—74
Стереоскопический микроскоп 72, 79
Стерилизатор с горячим воздухом 156
Стерилизация инструментов 156
Стигматометр 29

702
i
Предметный указатель
\
Столик измерительный 89
— крестообразный микроскопа 9
Стрихнин для наркоза 107
Стронций сернистый, удаление волос 113
Структурная окраска 1153
Студенистая оболочка яиц амфибий 2409—
2412
— ткань 1461
Ступенчатого подсчета статистический
метод 2015
Ступенчатый микрометр 87
Субмикроскопическая морфология 956
Субстантивная окраска 607
Судан III 1040
для прижизненной окраски 795
по Гольдману 1382
Дадди 1045
Ромейсу 1048
Фробёзе 1045
Судан III—резорцин-фуксин 1566
— желтый 1041
— красный 1041
— оранжевый 1041
— черный В 1050
для окраски мякотных оболочек
1837
«Суза» фиксатор 344
Суконный прочный желтый 712
Сулема 323
— удаление 327
Сулема—сернокислый аммоний, кости
1669
Сулемовая смесь Апати 330
Ворчестера 334
Гейденгайна, с формалином 332
-— «Субтриэ» 345
«Суза» 344
Гелли 337
Жильсона 340
Ланга 331
Максимова 338
Петрункевича 341
Пфуля 335
Ромейса 346
сулема—азотная кислота 340
сулема—азотная кислота—ледяная
уксусная кислота—спирт 340
сулема—ледяная уксусная кислота
331
сулема—пикриновая
кислота—формалин—ледяная уксусная кислота 335
сулема—раствор поваренной соли
329
сулема—раствор тростникового
сахара 329
сулема—спирт 330
сулема—трихлоруксусная кислота—
формалин 344, 346
сулема—трихлоруксусная кислота—
формалин—ледяная уксусная кислота
345
сулема—формалин 332
сулема—формалин—ледяная
уксусная кислота 333, 334
сулема—хромовая кислота—ледяная
уксусная кислота 2013, 2024
Шаудинна 330
Штиве 333
Сулемовая смесь Ценкера 336
Сулемовый метод Кокса 1774
Сулемы осадки 326
Сульфат натрия, см. Натрий сернокислый
Сульшгидрильная группа, выявление 125&>
Сульфоализариновокислый натрий,
окраска митохондриев по Венда 996
Секи 998
прижизненная 796
СульАогруппа 599
Сультокислотные красители 798
Сульфосалициловая кислота 342
«Супиформейс» фиксатор 335
Суправитальная окраска крови 1803, 130£
нервов 1928—1946
расщепленных препаратов 774
Surirella gemma 30
Сурьма треххлористая для выявления
витамина А 1182
Сурьмяные электроды 1262
Сухие препараты 867
— системы 14—19
Сухожилия 1512
— и мышцы 1717
Сферокристаллы 1074
Счетная камера 1442
Счетная пластинка Метца^^Р
Сцинтиллин 1672
Сыворотка крови 1302
как дополнительная жидкость ИТ
Сывороточный альбумин, наклеив аниа-
543
Сьобринга формалиновая фиксация 26&
Таблица разведений спирта 378, 379
Таварес де Сува танниновый метод 219fr
Тальк 113
Тандлера желатиновая масса для инъекций
1983
— метод консервации в сахаре 862
— — покрывания медью восковых моделей;
895
Таннин а раствор для фиксации анилиновых.
красителей 627
Таннин—железо 2155
Таннин — железо — толуидиновый сини»
2199
Таннин—осмиевая кислота 1288
Таннин—полихромный метиленовый синий^
щитовидная железа 2237
Таннин—раствор Гимза 2291
Таннин—серебро, см. Импрегнация
серебром с таннином
Танниновый метод Вальраффа 2199
Герксгеймера 2291
Салазара 2155
Таварес де Суза 2199
Таннинофильное вещество 2165
Тейхмана кристаллы 1433
Теллезницкого фиксатор 236
Телескопическая лупа Цейсса 86
Темнопольный конденсор 51—68
сухой 54
установка 58
Темные клетки печени .2089
Температура, влияние на фиксацию 204—
206
— при культуре тканей 163, 164
Тенцера—Унна орсеин 1556
Тепловые лучи, фильтр для абсорбции 48>

Предметный указатель
703
Терминальные сеточки 1908
Терморегулятор 421
Термостат 431
Терпинеол 833, 848
— для заключения 848
заливки в масло—целлоидин 461
в целлоидин 460, 461
< масляно-целлоидиновых срезов 567
обезвоживания 833
— отношение к промежуточным жидкостям
390
Терпинеол—канадский бальзам 842
Тетралин 390, 411, 826
Тетралин^нафталин 855
Тетрандер 495
Техника окраски, обучение 622
Течка 2446—2448
Течки время 2394, 2403, 2419, 2458
Тиазиновый красный 707, 710
Тиазиновый красный—железный
гематоксилин 1710
Тиазиновый красный—пикриновая
кислота—железный гематоксилин 710, 1509
Тиазиновый красный—тионин 1709
Тигроидное вещество 1741—1755
Тиенилхинолинкарбоновая кислота 799
Тимен 616, 628
Тимол 612
Тимоловая вода 472
Тимонуклеиновая кислота 1233—1240
Тимус 2240—2244
Тионин для окраски ганглиозных клеток
1744
по П. Майеру 1752
костных телец 1643, 1644
слизи 2033
по Метцнеру 698
хряща 1589
ядер 697
Тионин—виннокаменная кислота по
П. Майеру 1752
Фейртеру 1898
Тионин—пикриновая кислота 1643
Тионин—фосфорновольфрамовая кислота
1644
Тиониновой окраски фиксация 698
Типы прижизненных красителей 761
Тирмана и Шмельцера реакция на железо
1204
Тироде раствор 123
Тирозиназная реакция 1181
Тканевая нади-реакция по Греффу 1157—
1163
Тканевые культуры, см. Культуры тканей
Ткань соединительная, см. Соединительная
ткань
— ретикулярная, см. Ретикулярная ткань
— хромаффиновая 2210—2217
Ток, определение характера" 41
Токсические грануляции 1362
Толановый красный 2270
«Толстая капля», препарат крови 1323,
1365
Толстые срезы, заключение 852
Толуидиновый синий 697
для окраски слизи* 2033
• тигроида 1744
— тучных. клеток 1408, 1411
хряща 2033
Толуидиновый синий, кислый раствор 1411
фиксация окраски 698
Толуидиновый синий—кислотный фуксин—
ауранция 99Ф
Толуидиновый синий—оранжевый—эозин
726
Толуидиновый синий—сафранин 2217
Толуол 390, 413
— очистка 575
Толщина покровных стекол, коррекция 18,
19
— среэов 496
Тома водяное колесо 1607
Тома—Цейсса аппарат для подсчета
кровяных телец 1442
Тонкая установка микроскопа 10
Тотальная окраска 608
гемалауном 652
кармином 634, 642
кошенилью 645
плазмаля 1246
протравными красителями 732
фуксинсернистой кислотой 1240
Тотальные препараты насекомых 2298
эмбрионов 2440
ядер и клеток 925—940
Точечная лампа 40
Точка бритвы 135
— микротомного ножа 499
— средства 499
Точка плавления парафина 423
определение 425
Трагакант 814
Транспортир 909
Трахея 2108
Третий элемент (глия) 1864
Третичный фосфат кальция 1616
Треххлористая сурьма, выявление
витамина А 1182
Трехцветная окраска по Валлярту и Уэтту
1497
Массону 1495, 1496
модификация Гольднера 1498
Триацидом окраска по Эрлиху—Бионди
мазков крови 1375
модификация
Паппенгейма 1375
срезов 721
Триглицерид 1065
Триглицериновая смесь 1372
Триокеиметилен 255
Триолеин 1064, 1065
Трипановый синий для инъекций 763
окраски .амилоида 1575
подкраска срезов 768
фиксация окраски 766
Трипафлавин 151
— для окраски нервов 1884
Трипиформ Штиве 347
Трипсин, действие на ядра 939
— испытание раствора 1469
— переваривание кусочков 1477
срезов 1478—1480
— получение 1468
— приготовление раствора 1475
— приведение переваривания 1475—1480
Трихлоруксусная кислота для
декальцинации. 1619 .
— фиксации 343

704
Предметный указатель
Трихлоруксусная кислота—бихромат
калия—уранилацетат 1932
Трихлоруксусная кислота—пикриновая
кислота—формалин 347
Трихлоруксусная кислота—сулема—ледя^
ная уксусная кислота 345
Трихлоруксусная
кислота—сулема—формалин 346
Трихлоруксусная
кислота—сулема—формалин—ледяная уксусная кислота 344
Трихлоруксусная кислота—уранилацетат
348
Трихлорэтилен 390, 412
Трихогиалин 2282
Тройная окраска Ван-Гизона 708
Тромбоциты, окраска по Гимва 1357
Дегквитцу 1316
— подсчет 1450, 1452, 1453
— срезы 1419
Тубус микроскопа 17
механическая длина 17
Тубусная насадка 72
Туницин 1104, 1672 J
Турнбуллейа синь, метод окраски
роговицы 2333
реакция на железо 1204
Тучные клетки 1408—1412
гранулы 1409
окраска по Гольмгрену 1408
Унна 1412
Тушь для выявления звездчатых клеток
печени 2091
Тушь для инъекций 1965, 1977
надписывания стекол 530
Увеличение собственное 14
Увеличения определение 14
У виолевая лампа 68
Увиолевое стекло 68
Углеводов обнаружение 1108
Углекислота, замораживание 513
Углекислый аммоний 1694
— калий 217, 1776, 1791
— кальций, нейтрализация формалина
257
— литий, приготовление раствора 770
Углекислый литий—железосинеродистый
калий раствор, дифференцировка 1825
Углекислый магний 259
Углерод четыреххлористый 390, 410
Углерода окись, консервация 861
Углов измерение 909
Уголь животный для очистки 98'
Угольник для заливки 432
— волос 113
— гликогена 1097
— желатины из срезов 470, 471, 474
— желтка 2398
— жира 1036
— извести 1071, 1604—1622
— иммерсионного масла 27 .
— иода 328
— липоидов 1085
— окиси марганца щавелевой кислотой
983
*— осадков серебра 1519
■ сулемы 327
< формалина 274
*— осмиевого чернения 288, 1067—1059
Удаление пикриновой кислоты 302, 303,
306
— полное импрегнации серебром 1542
— пузырьков воздуха 801
— спирта 392, 393, 831
полностью 835, 836
— шлаков 1808
— яйцевых оболочек 2409
Узлы сокращения миофибрилл 1728
Уксус древесный 970
Уксусная кислота 252
действие на коллагеновую ткань
1456
кровяные тельца 1299
эластическую ткань 1464
Уксуснокислая медь, протрава для глии
1845
Уксуснокислая медь—гематоксилин 990
Уксуснокислый калий 808
для заключения 808
консервации анатомических
препаратов 858
просветления 808
— кармин 632
окраска 927
— свинец, фиксация тучных клеток
1408
Уксуснокислый свинец—формалин по Ли-
80ну« 2073
Улитка, ухо 2359, 2360
Улиточный экстракт для феноловой
реакции 1167
Ультрафиолетовая микроскопия 66—68
Ультрафиолетовый свет 66
для флуоресценции 68
Ультропак 64
Умерщвление животных 112^
Универсальный иллюминатор 66
Унна глицерин—эфир 1414
— метод выявления кератогиалина 2265
окисления гематоксилина 670
— окраска водным голубым—орсеином—
эозином 1290
метиловым зеленым—пиронином 728
корневого влагалища 2283
плазматических клеток 1412, 1416
полихромным метиленовым синим
1412
трихогиалина 2282
тучных клеток 1412
эластина 1556, 2289
элацина 2289
элеидина 2268, 2269
— раствор водный голубой—орсеин 1500
полихромного метиленового синего
1413
— синий полихром 1415
— смесь для надписывания стекол 531
Унна—Циля окраска 1384
Уплотнение тканей 188
— целлоидинового блока 450
Урана выявление 1229 _
Уранилацетат (=уксуснокислый ; *уран)
348
Уранилацетат—трихлоруксусная кислота—
бихромат калия 2348
У ранил нитрат (=азотнокислый уран) 1020
Уранилсульфат (=сернокислый уран) 34$
Уратов выявление 2135—2138

Предметный указатель
705
Уретановый наркоз 106, 107
Условия хорошей окраски метиленовым
виним 1941
Установка микроскопа 20
Ухо 2369—2369
— декальцинация 2362, 2363, 2366, 2366
Ухо, исследование лабиринта 2360
— обработка по Виттмааку 2365
Кальмеру 2364
Учебные препараты, оставление про запас
552
Фаворского метод серебрения 1919
Фазово-контрастное приспособление 918
Фано Да метод серебрения 1022, 2131
Фарранта среда для заключения 813
Фарфоровое сито для промывки 361
Фатер—Пачини тельца 2297
Фацеточный шлиф микротомного ножа
497—498
Фейртера метахроматическая окраска
мякотных оболочек 1898
слизи 2034
Фёльгена нуклеальная реакция 1233—1240
— плазмалевая реакция 1033
Фенола производные, выявление 1256*
Фенол—генциановый фиолетовый 1156
Феноловый красный 1260
Фенольная реакция 1162—1170
вторичная 1167
первичная 1164
Феохромные клетки (=хромаффиновые
клетки) 2211—2217
Фергёфа фиксатор 2311
Ферменты, выявление 1154—1161
Ферриаммиачный сульфат, см. Железные
квасцы
Ferridammonium tartaricum 1479
Фиандта метод наклеивания
целлоидиновых срезов 562
Фибриллы в хряще, выявление 1591
Фибрина окраска по Бенеке 1428
Вейгерту 1424
— Коккелю 1429
Шуенинову 1430
Фибробласты 1483
Фига раствор кармина 637, 638, 1708
Фига—Бальтцера фиксация прижизненной
окраски 794
Физиологическая самоинъекция 2098
Физиологический раствор поваренной соли
118
Фиксации методы, см. по названиям
реактивов и фамилиям авторов
Фиксация вообще 187—192
— действие на кислотность 254
окраску 610
— структурную картину ядра 199
света 249
— длительность 209, 210
— для анатомических препаратов 346
быстрого диагноза 357
— дополнительная формалиновых
препаратов 278
— значение диффузионной способности 193
- температуры 204—208
— культур тканей 176—186
— мазков крови 1325—1335
органов 1335
45 б. Ромейо
Фиксация окраски прижизненной 346, 766,
787, 791—794
метиленовым синим нервов 1935—
1942, 1945
— окрасок 626, 627, 698, 766, 787, 791,
792, 1935—1942, 1945, 1946
— парами иода 145
осмиевой кислоты 285
по Вейденрейху 1330
Верцбергу 1329
Гиршфельду 1380
препаратов крови 1329, 1330, 1380
спермиев 2170
формалина 269
— последующая обработка 353—389
— при низкой температуре 350
температуре тела 204, 2362—2364
— путем высушивания на холоду 350
промывания 212
— спермиев 2170—2177
— ядерных структур 941
Фильтр ахроматический 44
— Вуда 68
— герапатитовый 61
— для абсорбции тепловых лучей 48
— Дневного света 44
— желто-зеленый 45, 49
— желтый 46, 49
— зеленый 45, 49
— красный 49
— оранжевый 49
— поляризационный Бернауэра 61
— фиолетовый 49
Фильтровальная бумага для высушивания
829
Фильтры жидкие 44
— монохроматические 49
— цветные 42—50
Фишера Б. окраска жира и эластина
1566
Фишера Б. метод введения воздуха 1991—
1993
Фишлера метод выявления жирных кислот
1068
солей жирных кислот 1073
Флейша раствор 124
Флемминга жидкость сильная 290, 291
слабая 292
— тройная окраска 961, 962
Флемминга—Гейтца жидкость 1238
Флехсига метод 1831
Флороглюцин—азотная кислота 1614
Флуоресцентная микроскопия '68—71
Флуоресценция 151
— вторичная 70
— первичная (собственная) 69
Флуоритовая иммерсионная система 21
Флуоритовые системы 12
Фогта локальная прижизненная окраска
790
Фолея метод серебрения 1813
Фолькмана окраска железным
гематоксилином 1654
эластина 1565
Фоля смесь 292
Фонвиллера метод наблюдения глаза
2307
живых тканей 150
— микротом для круговых срезов 489

706
Предметный указатель
Фонио метод подсчета кровяных пластинок
1450
Фонтана раствор серебра 1129
Форели икра 2397
Форма для заливки 532
Формалин (=формол) 253—279
— дополнительная фиксация 278
— излишняя фиксация 277
— испытание реакции 261
— нейтрализация 257
— образование кислоты 273
—^определение процентного содержания
— осадки, удаление 274
— разведение 263
— способ действия 271
— употребление 264, 265
Формалиновая метахромазия 1898
Формалиновые препараты, дополнительная
фиксация 278
— смеси с реактивами:, азотная кислота
321, 2436
ацетат магния 268
- : — свинца 2073
=— ацетон — уксусная кислота—
сулема 2317
бихромат калия 243
бихромат калия—уксусная
кислота 238
бихромат калия—уксусная
кислота по Чиаччио 1082
бромистый аммоний по
Кахалю 1849
Рио-Хортега 1859
гидрохинон 1798, 1799
жидкость Мюллера по Орту
244
- Мюллера—осмиевая
кислота 338
Мюллера—сулема 337
нитрат калия—ацетат калия
858
нитрат серебра 2319
нитрат урана 1856
пикриновая
кислота—уксусная кислота 305
— — пиридин 267
пирогаллол 1798
поваренная соль 266
салициловокислый кальций
1072
, спирт 228
для фиксации крови 1391
сулема — уксусная кислота
333
хлоралгидрат—глицерин по
Иоресу 858
эозин—метиленовый синий
1395
Формии 1007—1025, 1760
Форсгрена метод микроскопического
выявления образования желчи 2095
.Фосфатный буфер 1149, 1341—1345, 1944
Фосфаты, выявление в почках 2139
Фосфорновольфрамовая кислота для
метода Пачини 1499
окраски нейроглии 1874 "
. соединительной ткани- по
Гютеру 1514
Фосфорновольфрамовая кислота для
метода окраски фибрина по Шуенинову
1430
фиксации 299
Фосфорновольфрамовая
кислота—гематоксилин 685, 1874
Фосфорновольфрамовая кислота—тионин
для окраски кости 1644
Фосфорнокислый кальций, обнаружение
1638, 1640, 1641
Фосфорнокислый натрий, см. Натрия
фосфат
Фосфорномолибденовая кислота при
окраске гематоксилином 686, 687, 1513,
1875
по Маллори 1513
соединительной ткани по
Маллори 1486
по Рибберту 1514
Фотоксилин 446
Фотометрический метод измерения 907
Франке скарификатор 1293
Френкеля раствор кислотный фуксин—
таннин 2238
Фридлендера гематоксилин 667
Фроммана линия 1893
Фронтальная линза 11
Фтористый хром—бихромат калия,
протрава для мякотных оболочек 1822
Фтористый хром—уксусная кислота—
уксуснокислая медь, протрава для глии
1822
Фуксин для клеток кости 1645
— карболовый 1385
Фуксин—гемалаун—световой зеленый 2040
Фуксин—пикриновая кислота—индиго-
кармин 716
Фуксин S, см. Кислотный фуксин
Фуксинсернистая кислота 1235
для реакции на полисахариды
1104
Фута импрегнация серебром 185
— раствор серебра 1555
Фэйрчайльда фарфоровые сита 361
Хейма жидкость 1302
Хенса модификация жидкости Флемминга
290, 297
Хиксона окраска бразилином 948
Хинин для фиксации 1777
Chironomus, слюнные желевы 945
Хитин 1104, 1672
— просветление 2298
— размягчение 2300—2303
— фиксация 2298
Хлор (ионы), обнаружение 2064
— свободный для отбеливания 1118
Хлоралгидрат, выявление нервных
окончаний 1689 '
— действие на сердце 1947
— для раствора гемалауна 651
инъекций 1980 N
фиксации 1689
Хлоралгидрат—глицерин 805
Хлоралгидрат—формалин, консервация по
Иоресу 860
Хлордиоксиуксусная кислота
(=диафанол) 2300
Хлористая платина, фиксация 317^-319

Предметный указатель
707
Хлористая платина—осмиевая кислота—
ледяная уксусная кислота 293
Хлористая платина—сулема 318
Хлористая платина—хромовая кислота
Хлористый алюминий 2025
Хлористый барий 1947, 2094, 2095
Хлористый кадмий—глицерин, заключение
препаратов 805
Хлористый кальпи для обезвоживания
408
дополнительная жидкость 122
заливка в целлоидин 457
Хлористый цинк, фиксация 229
Хлорная вода, отбеливание 1119
— ртуть, см. Сулема
Хлорноватистая кислота, отбеливание 1119
Хлорноватистокислый калий 2412
Хлорное железо, гематоксилин 682
окраска эластина 1561
— золота для выявления витамина С 1187
коричневое и желтое 1850
чистота 1850
Хлорное золото—сулема (Бионди) 1882
Хлорножелезистый лак ализарина 152
Хлорофилл 1052
— жидкость для заключения объектов,
содержащих хлорофилл 810
Хлорофилл—карминовая окраска 1052
Хлороформ 406
— для наркоза 102
— отношение к промежуточным жидкостям
390
— очистка 408
— применение для уплотнения
целлоидина 450, 465, 466.
Хлороформ—спирт—ледяная уксусная
кислота (смесь Карнуа) 226
Хлорэтон 103
Холестерин 1074—1081
— обнаружение дигитонином 1080
по Голодецу 1081
: Шультце А. 1079
Холестерин, эфиры 1074
Холинэргические нервы 2046
Холодом фиксация 350—352
Хондриоконты, см. Митохондрии
Хондриосомы, см. Митохондрии
Хондроитин-серная кислота 1267, 1680
Хондромукоид 1580
Хранение желатиновых блоков 476
— микроскопических препаратов 863
Хржонщевского методы 2098
Хризоидин, прижизненная окраска
аппарата Гольджи 1003
Хром—ледяная уксусная кислота смесь,
фиксация 233
удаление желтка 2398
Хром—осмий—уксусная кислота смесь
Флемминга, сильная 290—292
слабая 292
— ' Фоля 292
Хромазоновый красный 2270
Хроматин, методы исследования 910—
956
Хромаффиновая реакция базально-зерни-
стых клеток 2072
клеток надпочечника 2211—2216
— ткань 2210—2217
Хромаффпновые клеткг кишечника 2067,
2071, 2072
Хромовая кислота в смесях,
бихромат—серная кислота 97
— * хромовая кислота—осмиевая
кислота—уксусная кислота 290—292 .
хромовая кислота—уксусная
кислота 233
хромовая кислота—формалин-?*
уксусная кислота 944 '
хромовокислый аммоний,
нейтральный 2125
Хромовая кислота, изоляция ганглиозных
клеток 1739
как средство изоляции 1275
окраска гематоксилином по Вера*
цаи 1615
фиксация 232
Хромовоквасцовый кармин 637
Хромовоквасцовый кармин—пикрофуксив
707
Хромовые квасцы 1822
Хромоген 599
Хромоген—муравьиная кислота—сернисто^
кислый натрий по Вейгерту 1845
Хромолипоиды 1109, 1137
Хромосомы, окраска генциановым фиоле~
товым по Гейтлеру 937
сафранином—световым зеленым па
Гейтлеру 936
уксуснокислым кармином 927—931
— прижизненная окраска 920
— прижизненное наблюдение 912—918
— спиральная структура 930
— тотальный препарат 925—956
— ультрафиолетовая фотография 919
Хромотроп 2R 665, 1607
Хромртроп— метиленовый синий 1585
Хромотропное вещество, выявление 1257
Хромотропные липоиды 1898
Хромофильная соединительная ткань 1503
Хромофобная соединительная ткань 1508
Хромофор 699
Хрусталик 2343
Хрусталиковые волокна 2346
Хрящ 1576—1598 <<
— гиалиновый 1576—1594
— головоногих моллюсков 1678
— жировой 1693
— обиввествленный 1681
— окраска галл амиловым синим 1583 .
по Люндваллю 1596
Майеру П. 1597
Ромеису 1585, 1586
Шафферу 1587, 1589, 1590 ,
— реберный 1590
— соединительнотканный 1595
— эластический 1594
Хрящевой скелет, тотальный препарат
1596
Хрящевые клетки, капсулярные 1689
разветвленные 1578
Цветная маркировка агар-агаром по Фогту
фиксация по Адамсу 793
Бальцеру 794
Леману 792
Цветные фильтры 42—48
45*

708
Предметный указатель
Цедуколь 445
— смесь с метилбензоатом 395
♦Цезарис-Демеля прижизненная окраска
15§71909
Цейгера метод выявления спермиев 2167
Целестиновый голубой 742
- для окраски слизи 2035
Целлера способ окантовки 815
-Целлоидин 442—466
— дальнейшая обработка
масляно—целлоидиновых срезов 585
— дальнейшая обработка
спирт—целлоидиновых срезов 684
— дальнейшая обработка
целлоидин—парафиновых срезов 585
■— декальцинация, после целлоидиновой
заливки 1608, 1611
— заливка в глицерин—целлоидин 548
масло—целлоидин 460
метанол—целлоидин 457
пиридин—целлоидин 459
> спирт—целлоидин 450—456
целлоидин—парафин 463
материала, фиксированного смесью
Буэна 306
по Апати 450
г Бауеру 459
Вольфу 458
Секи 454, 457
Цаху 455
'<— наклеивание целлоидиновых срезов
555—563
целлоидин—парафиновых срезов 553,
654
— насадка блоков 484, 485
— приготовление раствора 643
— ревка масляно—целлоидинового
материала 511
спирт—целлоидинового материала
510
Целлоидин—парафин 463
по Апати 464
Вассерману 465
Пфулю 466
Секи 466
Целлоидинирование срезов 1095
Целлофан для наклеивания срезов 469
покрывания препаратов 95
реконструкции 877
Целлофановые выдвижные модели 877
Целлулоид—амилацетат 1485
Целлулоид—ацетон, окантовка 817
Целлулоидные пластинки, монтаж 863
реконструкция 897
Целлюлоза 1104, 1672
Целодаль 480
Цемент для реконструкции 898
— зубы 1685
Ценкера фиксирующая смесь 336
модификация Гелли 337
- г --Леви 2149
■—. Максимова 338
Центральная диафрагма 51
— нервная система, см. Нервная
система
Центрирование препарата 9
Центрифуга 1277
Центросомы 957—965
Церулеин А 1628
Цеттновская жидкость для очистки стекол
97
Цеттновский фильтр 45
Цианистый водород для отбеливания
посеребренных препаратов 1819
— калий для дифференпировки
посеребренных препаратов 1539
— — удаления импрегнации серебром
Циглера способ декальцинации 1615
Циля карболовый фуксин 1385
Циммермана метод дифференциального
выявления железистых клеток слизистой
желудка 2058
фиксации почек 2127
Цинк хлористый, фиксация 229
Цинка окись для белых надписей 631
удаления волос 113
«Цинк-лейко» 1176
Циннова связка 2342
Цитоплазма 957—965
Частичного подсушивания метод Ранвье
1454
Чашки для культур тканей 171
— капсенберговские 156
— Петри, см. Петри чашки
— с дном, залитым воском, для
операций 111
Чернила для стекла 529—531
Четырехокись осмия, см. Осмиевая кислота
Четырехугольная вырезка, определение
площади препарата 90
Четыреххлористый углерод 390, 410
Чиаччио метод дифференпировки липоидов
и нейтральных жиров 1083
обнаружения липоидов 1082
Числовая апертура 8, 13, 15, 16
Чисто сливовый, индикатор 1261
прижизненная окраска 2464
Чистота красителей 619
Шабадаша окраска нервов 1941
— фиксация гликогена 1094
Шампи фиксирующая смесь 298, 972
Шарлах R 1040
для окраски желчных
капилляров 2101
по Герксгеймеру 1046
Гроссу 1047
Михаэлису 1046
— : прижизненной окраски 795
Шарлах R—ацетон 1046
«Шарлаховая стадия» дегенерации нервов
1841
Шарпея волокна 1649
Шаррера способ нумерации
целлоидиновых срезов 556
Шаудинна сулема—спирт 330
Шафран 711
Шаффера корзиночки для промывки 361
— метод выявления атрактосом 2187
декальцинации костей 1611, 1613
окраски волос 2281
кости 1652
слизи 2187
фиксации слизистых желез 2022
— сулема—спирт 228

Предметный указатель
709;
Швальбе оболочка 1569
Шванновская оболочка, нервы 1891
Шварца метиловый кармин 635
Шелк лигатурный, стерилизация 156
Шеуринга фиксатор 2298
Шеффлера метод выявления миофибрилл
и соединительной ткани 1715
Шиллера ацетат магния—формалин 268
— раствор уранилацетата 348
Шиффа реактив 1233, 1235
Шишковидная железа 2245—2248
Шлеммера аммиачный раствор серебра 1528
Шлифы зубов 1676
— кости 1645—1647
по Шмидту 1667
Шмельцера и Тирмана реакция на железо
1204
Шмельцера метод выявления железа 1211
Шмидта шлифы кости, лишенные
коллагена 1667
Шмидта—Лантермана насечки 1894
Шморля метод выявления костных
канальцев 1648-, 1644
фиксации при оксидазной реакции
1156
Шнейдера уксуснокислый кармин 632, 640
, Шпадьтегольца способ просветления 854
Шпаннера желатиновая масса 1984
— канифолиевый бальзам 1984
— метод инъекций в сосуды 1972, 1977,
1984—1988
желатины 1984
клейстера 1988
туши 1977
монтажа препаратов 863
Шпатель волосяной 132
' — для моделирования 892, 893
Шпатца метод выявления гемосидерина
1435
Шпильмейера метод выявления мякотных
оболочек 1832
— модификация окраски глии 1847
Шприц для инъекций, см. Инъекционный
шприц
Шрегера полосы 1678
Штёльцнера метод обнаружения извести
1637
Штёра И. метод серебрения с едким натром
1808, 1809
Штёра Э. окраска слизи 2031
Штиве смесь с пикриновой кислотой 347
сулемовая 333
Штрассера клейкая масса 2415
Шуенинова гематоксилин 1514
Шультца А. метод выявления мочевой
кислоты 2134—2138
консервации окисью углерода 861
холестериновая реакция 1079
Шультце В. окраска мякотных оболочек
1835
'• оксидазная реакция 1155
Шультце М. иод-серум 1274
Шультце О. жидкость для заключения 808
метод выявления митохондриев 684
импрегнации мякотных оболочек
осмиевой кислотой 1831
серебром и едким натром 1808
осмиево-гематоксилиновый 684
* просветления эмбрионов 1657
Шультце О. метод серебрения 1284, 1808
модификация Гроса 1793
удаления яйдевых оболочек 2411
Шуммера пластопд 866, 1985
Щавелевая кислота, отбеливание
осмированных препаратов 1013
— пигмента 1121
перед обработкой по Билыповскому
1524
удаление железа 1071
Щавелевая кислота—метиловый
фиолетовый для нейроглии 1845
Щавелевокислый натрий 159
Щелевая лампа 2305
«Щелочная» картина фиксации 203
Щитовидная железа 2232—2239
изоляция фолликулов 2233
коллоид 2235, 2236
Эбнера декальцинирующая жидкость 1617
.Эдингера метод заливки в желатину 822
— проекплонно-рисовальный аппарат 83
Эйнарсона окраска тигроида 1749, 1750*
Эйякулят, фиксация 2172
Эквивалентная картина Ниссля 1742
Эксплантация или культивирование тканей
152—186 '
— органов 173
Экстракт эмбриональный 166—170
Экстракционный аппарат Сокслета для
очистки предметных и покровных
стекол 100
Эластическая ткань 1463—1571
действие переваривания 1467
изоляция 1464, 1465
окраска красителями: водный
голубой—орсеин 1500
— генциановый фиолетовый 1569
конго красный 1568
крезофуксин 1562
орсеин 1556—1559
резорцин—генциановый
фиолетовый 1565
, резорцин—фуксин 1560
по Вейгерту 1560
Голльборну 1567
Горновскому 1563
Эластическая ткань, окраска по Матсуура
Прантеру 1558
: Тенцеру—Унна 1556
Фолькману и .Штрауху 1565
Шпигелю 1562
отношение к реагентам 1464
свежая 1463—1466
Эластические волокна кожи 2289
кровеносных сосудов 1965
хряща 1594
Эластический хрящ 1594
Элацин, выявление 1570, 1571
Элеидин 2268, 2269
Элективная прижизненная окраска 754,
788
Электризация срезов 506
Электрогистологические красочные
реакции 595, 754, 1264
Электроды сурьмяные 1262
Электролиз и декальцинация 2476

710
Предметный указатель
Электрометрическое определение Н-ионов
1262
Электронный микроскоп 92
Электростатическая теория окрашивания
696
Эллермана окраска крови 1396
Эмалевые призмы, изоляция 1677
— — растворение 1674
Эмаль 1677—1681
— склеивающее вещество 1679, 1681
Эмбриологические исследования, техника
' 2377—2474
беспозвоночные 2377—2387
позвоночные 2388—2474
Эмбриональная соединительная ткань 1461
Эмбриональный скелет, тотальные
препараты '1596—1598, 1655—1657
— экстракт 166—170
приготовление 168
Эмбрионы свиньи 2468
Эндокардий 1719, 1952
Эндотелий кровеносных сосудов 1230,
1963
— лимфатических желез 1997
Эндоциты 2091
Эозин 660
Эозин—ауранция—индулин 1372
Эозин—гемалаун 659
Эозин—метиленовый синий по Манну 728
Эозин—формалин—метиленовый синий 1395
Эозиновокислый метиленовый синий 1352
Эозинофильные клетки гипофиза 2195,
2197, 2198
крови 1372
Эпидермикула, волосы 2281
Эпидермиса клетки 2256
Эпи-конденсор 64
Эпи-объектив 64
Epinephele janira 30
Эпителиальные тельца, см. Паращитовид-
ные железы
Эпителий 1267—1292
— волокна 1290, 2259
— — окраска по Бенеке 1428
— Гейденгайну 2259
— Герксгеймеру К. 2264
* ; Кромайеру 2264
Патцельту 2262 '
. Пачини 1499
Г— Рио-Хортега 1291, 1547
- Унна 2265
— десцеметов 2322, 2323
— зачатковый 2151
— классификация 1292
— слизистой носа 2371—2376
Эпителиоидные клетки 1958
Эпифиз 2245—2248 •
Эпициты, легкие 2113
— почки 2128
Эсаки метод \ выявления нейрофибрилл
186\ л
Эргастоплазма 1000, 2043
Эрдгейма окраска гипофиза 2196
Эрёса метод обнаружения кальция 1634
Эритрозин 660
Эритрозин—метиленовый синий по Гельду
1753, 1759 '
Эритрофоры 1143
Эритроциты 1298—1308
Эритроциты базофильная зернистость
1306
— окраска 1417, 1418, 1436, 1437
смесью сиена-оранж 1417
суправитальная 1303—1308
— подсчет 1442—1445
Эрлиха гематоксилин 666
— деление анилиновых красителей 602
— раствор далии 1373
— суправитальная окраска метиленовым
синим 1928—1934
фиксация 1935—1940
— триацид 1375
— триглицериновая смесь 1372
— фиксатор 245
— фиксация мазков крови 1328
Эрлиха—Бионди раствор 721
Этиловый спирт, см. Спирт этиловый
— эфир, отношение к промежуточным
жидкостям 390
Этилуретан, фиксация 1689
Эупараль, среда для заключения 850
Эфир для обезжиривания 1477
— обезвоживание 448
—^nüo6a на содержание воды и спирта
— очистка 448
— серный высокомолекулярный, метахро-
мазия 603
— этиловый, отношение к промежуточным
жидкостям 390
Эфирные масла 414
Эфиры высокомолекулярные серной
кислоты 1257
Юнга микротом 493
Юные эритроциты 1306
Ядерная оболочка 956
Ядерный прочный красный, водный
раствор 745
для окраски плазмы 663
ядер 743
Ядерный прочный красный—анилиновый
синий 1492
г Домагку 1492
Ядерный прочный красный—анилиновый
синий—оранжевый 1492
Ядерный прочный красный — Liquor alu-
mmi acetici 1493
Ядерный прочный красный—окраска по
Граму 744
Ядерные структуры, влияние фиксации 199
Ядро, деление 925
— желточное 2152
— исследование 910—924
- при переваривании 939
с ультрафиолетовым микроскопом
919
флуоресцентным микроскопом 955
— окраска 925
по Бехеру 731
прижизненная 920
— свежий препарат 912
— фиксация 925—933
Ядрышко 950, 951, 954
—■ окраска по Обету 950
Язык 2047—2049
— сосочки 2047

Предметный указатель
711
Яичник 2143—2160
— интерстициальные клетки 2154, 2155
Яйца амфибий 2403—2418
— беспозвоночных 2143, 2377—2388
— изоляция 2145, 2460
— исследование свежего препарата 2143
фиксированного препарата 2148—
2155
— миног 2389—2392
— млекопитающих 2145, 2146, 2445, 2474
— птиц 2427—2444
Яйца птиц, время откладки 2432
- окраска 2439
— — инкубация 2427—2429
тотальные препараты 2440—2442
фиксация 2434—2438
— рептилий 2419—2426
Яйца рыб 2393—2402
— удаление оболочек 2409—2412
Яйцевод 2156
Янус веленый 780—783
окраска митохондриев 781, 782, 967
островков Лангерганса 2224
прижизненная 780
Янус веленый—нейтральный красный 783
Янус черный 174, 178
Янтарный лак 816, 821
Японский метод наклеивания срезов 546
Яркий витальный красный индикатор 1262
прижизненная окраска 2464
— крезиловый синий 1305, 1306
фиолетовый; прижизненная окраска
2464
индикатор 1262

СЛОВАРЬ КРАСИТЕЛЕЙ, УПОМЯНУТЫХ В КНИГЕ
Азокармин
Азофлоксин
Азофуксин
Азур II
Акридиновый
оранжевый N0
Ализарин
Ализарин-вир идин
Ализарин-цианин
Ализариновый
бордовый
Ализариновый
красный
Алый R (шарлах R)
Анилиновые
красители
Анилиновый синий
Анилиновый
фиолетовый
Антраценовый
желтый
Антраценовый синий
Ауранция
Бензоазурин
Бензо-световой бордо
Бисмарк коричневый
Бордо R
Бразилии
Бромтимоловый
си
— A zo с arm in
— Azophloxin
— Azoiuchsin
—Azur II
— Akridinorange N0|
— Alizarin
— Alizarinviridin
— Alizarincyanin
— Alizarinbordeaux
— Alizarinrot S
— Scharlach R
— Anilinfarbstoffe
— Anilinblau
— Anilinviolett
— Anthracengelb
— Anthracenblau
— Aurantia
Benzoazurin
Benzolichtbordeaux]
Bismarckbraun
Bordeaux R
Brasilin
Bromthymolblau
Витальный алый VIII
Водный голубой
Талламиновый синий
Галлеин
Галлоцианин
Гематеин
Гематоксилин
Генциановый
фиолетовый
Далия
Диазиновый зеленый
Диамантфуксин
Диэтилсафранин
И8аминовый синий
Индиго-кармин
Инду ЛИН
Иод-эозин
Каменноугольные
красители
Кармин
- Vital-Scharlach
VIII
- Wasserblau
- Gallaminblau
- Gallein
- Gallqcyanin
- Hämatein
- Hematoxylin
- Gentianviolett
Dahlia
Diazine green
Diamantfuchsin
Dia thy Isaf ranin
Isaminblau
Indtoocarmin
Indulin
Jodeosin
Teerfarben
Carmin
Карминовая кислота
Кислотный
ализариновый синий
Кислотный краситель
Кислотный
фиолетовый
Конгокоринф
Конго красный
Корифосфин О
Кошениль
Красители,
содержащие сульфогруппу
Креэиловый прочный
фиолетовый
Крезиловый
фиолетовый
Кревофуксин
Крезоловый красный
Кристаллический
пунцовый
Кристаллический
фиолетовый
Ксилидиновый пунцо-
Carminsaure
Säurealizarinblau
Säure Farbstoff
Säureviolett
— Congocorinth
— Congorot,
Kongorot
— Coriphosphin 0
— Cochenille
— Sulfosäurefarbst-
offe
— Kresylechtviolett,
Cresylechtviolett
— Kresylviolett
— Kresofuchsin
— Kresolrot
— Kristallponceau
— Kristallviolett
— Ponceau de xyli-
dine
Лионский
синий
Лионский синий
йодный — Jod-Bleu de Lyon
— Bleu de Lyon
Маджента (фуксин)
Маджента красный
Малахитовый
зеленый
Метаниловый желтый
Метил-кармин
Метилен-азур
Метиленовый
голубой (или синий)
Метиловый эеленый
Метиловый красный
Метиловый синий
Метиловый
фиолетовый В
НаЛтазарпн
Нас >тол-пурпурин
На< >толовый зеленый
Нас )толовый черный
Нейтральный
краситель
Нейтральный
красный
Нигровин
Нильский голубой
сернокислый
Новый голубой R
Magenta
Magen tarot
Malachitgrün
Metanilgelb
Methylcarmin
Methylenazur
Methylenblau
Methylgrün
Methylrot
Methylblau
Methylviolett В
- Naphtazarin
- Naphtholpurpurin-
- Naphtholgrün
- Naphtholschwarz
- Neutraler
Farbstoff
— Neutralrot
— Nigrosin
— Nilblausulfat
— Neublau R
(русские названия приведены в соответствии с правилами, принятыми в русской
литературе по технологии красителей)

Словарь красителей
713
Опаловый синий
Оранжевый G
Орсеин
Основные красители
Паракармин
Патентованный
голубой
Пйронин
Пирроловый синий
Протравные
красители
Пунцовый S
Пурпурин
Резорцин
Родамин
Розанилин
солянокислый
Рубин S (фуксин S)
Руфигаллол
Сафранин
Световой зеленый
Сине-черный
3ZL
Судан III
Судан желтый
Судан красный
Судан оранжевый
Судан черный В
Суконный прочный
желтый
Сульфоализариново-
кислый натрий
(ализарин красный)
Тиазиновый красный
Тионин
- Opalblau
- Orange G
- Orcein
- Basische
Farbstoffe
- Paracarmin
- Patentblau
- Pyronin
- Pyrrolblau
- Beizenfarbstoffe
- Ponceau S
- Purpurin
- Resorcin
- Rhodamin
- Rosanilinhydro-
chlorid
- Rubin S
- Rufigallol
- Safranin
- Lichtgrün
- Blauschwarz
- Bleu BZL
- Sudan III
- Sudan-Gelb
- Sudan-Rot
- Sudan-Orange
- Sudanschwarz^B.
- Tuchechtgelb
- Sulfoalizarinsäures
Natron,
Alizarinsulf osaures
Natrium
- Thiazinrot
- Thionin, Lauths-
violett
Толановый красный
Толуидиновый синий
Трипановый красный
Трипановый синий
Трипафлавин
Феноловый красный
Флуоресцеин
Фуксин S
Фуксин кислотный
Хинолеиновый синий
Хризоидин
Хромазоновый
красный
Хромотроп 2R
Целестиновый
голубой
Церулеин А
Чисто сливовый
Шарлах R (алый R)
Шафран
Эозин
Эритрозин
Tolanrot
Toluidinblau
Trypanrot
Trypanblau
Trypailayin
Phenolrot
Fluoreszein
Fuchsin S
Säurefuchsin
Ghinoleinblau
Chrysoidin
Chromazonrot
Chrpmotrop 2R
Coelestinblau
Coerulein A
Prune pure
Scharlach R
Safran
Eosin
Erythrösin
— Kernechtrot
Ядерный прочный
красный
Янус зеленый
Янус черный
Яркий витальный
красный
Яркий крезиловый — Brillantkresylblau
синий
Яркий крезиловый
фиолетовый
Яркий черный
J anusgrün -
J anusschwarz
Brillantvitalrot
- Brillantkresylvio-
lett
- Brillantschwarz

ОГЛАВЛЕНИЕ
Предисловие к русскому изданию 3
ОБЩАЯ ЧАСТЬ
Глава I. Микроскоп и вспомогательные оптические приборы 5
Глава II. Изготовление и исследование свежих препаратов 28
Глава III. Живой препарат 39
Глава IV. Фиксация гистологических препаратов 48
Общие замечания о фиксации 48
Составление наиболее употребительных фиксирующих жидкостей .... 56
Ацетон 56
Этиловый спирт 56
Спиртовые смеси 58
Хромовая кислота и хромовые соли 59
Уксусная кислота 62
Формол (формалин) 62
Четырехокись осмия , б?
Осмиевые смеси 69
Фосфорновольфрамовая кислота . 71
Пикриновая кислота 71
Хлористая платина 74
Азотная кислота . . . 74
Азотнокислые смеси 74
Сулема • . 74
Сульфосалициловая кислота . ' 77
Трихлоруксусная кислота 78
Уранилацетат и уранилсульфат v. 79
Фиксация высушиванием на холоду 79
Глава V. Последующая обработка фиксированных препаратов 81
Упрощенные способы • • • **1
Промывка •. . - 83
Обезвоживание 84
Глава VI. Пропитывание и заливка 90
Заливка в парафин 92
Удаление спирта 92
Пропитывание объектов парафином 97
Заливка 100
Заливка в целлоидин 102
Приготовление растворов 102
Проведение целлоидиновой заливки 104
Заливка в целлоидин—парафин 108
Заливка в желатину .» НО
Заливка в целодаль 114
Насадка блоков 115
Глава VII. Микротом 117
Специальные замечания . . . 121
Замораживающий микротом 122

Оглавление 715
Глава VIII. Наклейка срезов 128
Общие замечания 128
Наклеивание парафиновых срезов 129
Методы с применением воды • 129
Методы с применением белка 131
Особые методы наклейки парафиновых срезов 132
Наклеивание целлоидин—парафиновых среэов 134
Наклеивание целлоидиновых срезов 134
Наклеивание замороженных срезов 138
Глава IX.* Дальнейшая обработка наклеенных и ненаклеенных срезов до
окраски 139
Парафиновые срезы 139
Целлоидиновые срезы * 142
Замороженные срезы 142
Глава X. Окраска 143
Общие замечания 143
Методы окраски 152
Кармин и карминовая кислота 152
Окраска с гематоксилином 156
Окраска ядер основными каменноугольными красителями 166
Множественная окраска для обзорных препаратов 168
Окраска искусственными протравными красителями *. . 175
Глава XI. Прижизненная окраска 181
Общие замечания 181
Прижизненная окраска кислотными красителями 183
Прижизненная окраска основными красителями 185
Прижизненная окраска жира и костей. Разное 189
Глава XII. Заключение препаратов 191
Среды для заключения препаратов, содержащих воду 192
Заключение в смолы и масла 197
Обезвоживание препаратов 197
Заключение в смолы или масла • • • • 199
Равное 203
Глава XIII. Приготовление микроскопических коррозионных и сухих
препаратов 206
Глава XIV. Методы реконструкции 209
Глава XV. Измерение микроскопических препаратов, методика
количественного изучения органов и частей органов 217
СПЕЦИАЛЬНАЯ ЧАСТЬ
Глава XVI. Исследование клетки и ее составных частей 221
Клеточное ядро и цитоплазма 221
Прижизненные наблюдения ; 221
Изготовление, фиксация и окраска мазков (тотальные препараты) . . 224
Фиксация и окраска кусочков ткани и срезов 228
Центросома, волокна веретена, гранулярные и фибриллярные структуры
цитоплазмы • 232
Выявление митохондриев (хондриосомы, пластосомы) . 234
Методы фиксации 235
Заливка ч 236
Отбеливание 237
Методы окраски 237
Выявление вещества Гольджи 241
Выявление жиров и жироподобных веществ 245
Предварительные замечания 245
Исследование живого и свежего препарата 247
Общие методы окраски жира 248
Специфические методы окраски жира 254
Выявление гликогена 260
Исследование пигментов . . . 265
Общие методы исследования пигментов 265
Специальные указания о пигментах к их выявлении ......... 270

716
Оглавление
713
Выявление ферментов ; 273
Оксидазные реакции (фенолазы) 273
Пероксидазные реакции 280
Другие ферментные реакции 281
Выявление витаминов 283
Гистохимические методы выявления неорганических веществ 284
Методы оволения 28J>
Выявление железа ^ 287
Выявление калия ... 290
Выявление кальция 291
Выявление меди . ' 292
Выявление свинца, эолота и висмута 293
Гистохимические реакции- на определенные органические соединения . . 294
Выявление тимонуклеиновой кислоты 294
Плазмалевая реакция . . - ♦ 298
Белковые реакции 300
Ксантгидрольная реакция для выявления мочевины 301
Выявление гистидина по Брунсвику 301
Выявление глутатиона и сульфгидрильных групп 302
Выявление производных фенола . 303
Выявление хромотропных веществ ^ . . 303
Гисто-физико-химические методы 303
Методы определения концентрации водородных ионов в
микроскопических препаратах 303
Определение.изоэлектрической точки 305
Глава XVII* Исследование эпителпев и эндотелиев 308
Глава XVIII* Исследование кровп 313
Взятие крови 313
Исследование свежих препаратов 313
Красные кровяные клетки 313
Белые кровяные клетки 316
Кровяные пластинки 316
Мазки 317
Приготовление мазков 317
Фиксация мазков 319
Окраска мазков 320
Изготовление препаратов крови на срезах 331
Методика пункции грудины 336
Выявление фибрина 337
Разное 339
Подсчет кровяных элементов 341
Глава XIX. Соединительная ткань 34$
Исследование свежих препаратов 346
Коллагеновая соединительная ткань 346
Эластическая ткань 34£
Исследование соединительной ткани методами переваривания 348
Общие замечания 348
Переваривание трипсином 350
Переваривание пепсином 351
Методы окраски 351
Окраска коллагеновой ткани • 351
Импрегнация аргирофильной и коллагеновой ткани солями металло.в 360
Глава XX. Хрящевая* ткань 376
Гиалиновый хрящ 376
Эластический хрящ 378
Соединительнотканный хрящ • . 379
Приготовление тотальных препаратов . 379
Глава XXI. Костная ткань 381
Наблюдения над свежим препаратом 381
Декальцинация 38*
Общие замечания . . 381
Декальцинирующие .жидкости 383
Методы окраски 38!>
Изготовление и изучение шлифов кости 392
Глава XXII. Ткани зуба 396

Оглавление 717
Глава XXIII, Мышечная ткань 399
Поперечнополосатая мускулатура 399
Гладкая мускулатура 404
Глава XXIV. Нервная ткань 406
Центральная нервная система • • • 406
Общие замечания 406
Исследование ганглиозных клеток 407
Выявление мякотных оболочек \ 434
Выявление нейроглии -г 443
Выявление структур глии импрегнацией солями металлов 446
Методы импрегнации глии Рамона Кахаля : 446
Выявление соединительной ткани в центральной нервной системе . . 458
Периферическая нервная система 460
Исследование в живом и свежем состоянии; методы изоляции .... 460
Выявление мякотных нервов на фиксированных препаратах 461
Выявление нейрофибрилл (осевых цилиндров) и их концевых
аппаратов . . 464
Глава XXV. Сердце» кровеносные и лимфатические сосуды 481
Выявление сети кровеносных сосудов 483
Предварительные замечания 483
Выявление кровеносных сосудов путем окраски эритроцитов .... 484
Выявление кровеносных сосудов путем инъекции . : 484
Выявление сосудов и других полостей путем наполнения воздухом . 489
Глава XXVI. Лимфатические железы, селезенка и костный мозг 491
Глава XXVII. Слизистые и белковые слюнные железы (включая
поджелудочную железу) 41)4
Общие замечания 494
Исследование слизистых железистых клеток 495
Фиксация • . 495
Окраска 496
Исследование белковых и поджелудочной желез 499
Глава XXVIII. Ротовая полость и кишечник 500
Глава XXIX. Печень 507
Исследование образования желчи и желчных путей 508
Выявление желчных капилляров путем инъекций . . 509
Выявление желчных капилляров путем импрегнации 510
Выявление желчных капилляров путем окраски 510
Глава XXX* Органы дыхания , 512
Глава XXXI. Почка и мочевые пути 514
Глава XXXII. Половые органы 518
Женские половые органы 518
Исследование фиксированного препарата 519
Мужские половые органы 521
Глава XXXIII. Органы внутренней секреции 526
Эпителиальные тельца (Glandula parathyreoidea) ..." 526
Гипофиз 526
Половые железы 531
Надпочечники и хромаффиновая ткань (параганглии) 531
Островки Лангерганса поджелудочной железы 533
Щитовидная железа . . . 535
Зобная железа (тимус) 537
Шишковидная железа (эпифиз) 537
Глава XXXIV. Кожа и ее производные 539
Эпидермис человека 539
Ноготь 542
. Волосы 543
Другие методы Унна 543
Дерма (собственно кожа и подкожная клетчатка) . 544
Кожные покровы животных 546

718
Оглавление
Глава XXXV. Глаз 54fr
Исследование живого глаза : 54fr
Исследование фиксированного глаза 54fr
Обзорный препарат 54fr
Стекловидное тело 550
Роговица 552
Белковая оболочка (склера) ч 553*
Радужная оболочка (ирис) • • • 553»
Ресничное тело и сосудистая оболочка ^553
Хрусталик 554
Сетчатка (ретина) 554
Глава XXXVI. Орган слуха • • 557
Глава XXXVII. Орган обоняния 560
Глава XXXVIII. Техника эмбриологических исследований 561
Беспозвоночные 561
Позвоночные . .' 56*
Круглоротые 563
Рыбы/. 564
Амфибии - 566
Рептилии ^ 56fr
Птицы * 571
Млекопитающие 573
Дополнение 57fr
Приложения 1-Х 581
Условные сокращения названий журналов 594
Литература 596
Указатель авторов 650
Предметный указатель 661
Словарь красителей, упомянутых в книге 712
у

Редактор Б. Я. СИДОРОВ
Художник Г. Л. Дейч
Техн. редактор Е. С. Герасимова
Сдано в производство 5/1 1953 г.
Подписано к печати 1/IV 1953 г.
А 02128. Бумага 70X 108i/ie~
22,-5 бум. л. 61,7 печ. л.
Уч.-ивдат. л. 69,2. Изд. № 4/1373.
Цена 50 р. 45 к. Заказ 749.
16-я типография Союэполиграфпрома
Главивдата Министерства культуры
ССОР.
Москва, Трехпрудный пер., 9.